CamSep 2

AKADEMIA PODLASKA 

POSTĘPY CHROMATOGRAFII 

I INNYCH TECHNIK I TECHNOLOGII ROZDZIELANIA 

Monografia poświęcona wszystkim działom nauk 

o rozdzielaniu i analizie w przepływie 

Praca zbiorowa pod redakcją 

Bronisława K. Głoda 

Monografie nr 122 

WYDAWNICTWO 

AKADEMII PODLASKIEJ 

SIEDLCE 2010

Komitet Wydawniczy: 

Zofia Chyra-Rolicz (przewodnicząca), Stanisław Jaczyński, Mirosław 

Jakubiak, Iwona Kiersztyn, Marek Kucharski, Ryszard Mojak, Ryszard 

Rosa, Janina Skrzyczyńska, Stanisław Socha, Janusz Toruński, 

Izabela Trzpil, Janusz Uchmański, Hanna Wadas-Woźny, Andrzej 

Wiśniewski, Krystyna Wojtczuk, Kazimierz Żegnałek 

Komitet Naukowy (recenzenci): 

Tadeusz Dzido – Lublin, Bronisław K. Głód – Siedlce, Marian 

Kamiński – Gdańsk, Piotr Słomkiewicz – Kielce, Andrzej Stołyhwo 

– Warszawa, Adam Voelkel – Poznań, Monika E. Waksmundzka- 

-Hajnos – Lublin, Paweł Zarzycki – Koszalin 

Redakcja: 

Bronisław K. Głód, Iwona Kiersztyn, Mariusz S. Kubiak, 

Anna Lamert, Paweł Piszcz, Paweł Wantusiak 

URL: http://dach.ich.ap.siedlce.pl/post_chromatogr/index.html 

Adres Redakcji: 

Dom Pracy Twórczej „Reymontówka” 

Chlewiska, PL-08-130 Kotuń, woj. mazowieckie 

tel.: +48 (25) 643 10 40 

e-mail: psc1@onet.eu 

© Copyright by Wydawnictwo Akademii Podlaskiej, Siedlce 2010 

Monografie nr 122 

PL ISSN 0860-2719 

Wydawnictwo Akademii Podlaskiej 

08-110 Siedlce, ul. Bema 1, tel. (25) 643 15 20 

e-mail: wydawnictwo@ap.siedlce.pl 

www.wydawnictwo.ap.siedlce.pl 

Wyd. I. Format B-5. 

Ark. wyd. 11,2. Ark. druk. 10,5. 

Łamanie: Zofia Chudek (Wydawnictwo AP) 

Druk: ELPIL, Siedlce 

2

SPIS TREŚCI 

Przedmowa..................................................................................................... 5 

Bronisław K. Głód, Iwona Kiersztyn, Paweł Piszcz 

I Podlaskie Spotkanie Chromatograficzne ..................................................... 7 

Bronisław K. Głód, Marian Kamiński 

Polskie Towarzystwo Nauk o Rozdzielaniu.................................................. 15 

Grzegorz Boczkaj, Marian Kamiński 

Badania korelacji retencji z właściwościami 

fizykochemicznymi wybranych grup organicznych 

związków siarki w podziałowej chromatografii gazowej ............................... 31 

Grzegorz Boczkaj, Ewelina Gilgenast, Paulina Nowicka, 

Andrzej Przyjazny, Marian Kamiński 

Procedura przygotowania próbki do oznaczania 

wielopierścieniowych węglowodorów aromatycznych 

w produktach technicznych .......................................................................... 41 

Andrzej Bylina, Marian Kamiński 

Preparatywna chromatografia cieczowa, podstawowe 

zasady efekytywnego stosowania, elementy praktyki.................................. 57 

Piotr M. Słomkiewicz 

Zastosowanie inwersyjnej chromatografii gazowej 

w badaniach koadsorpcji .............................................................................. 71 

Grzegorz Boczkaj, Marian Kamiński 

Wykorzystanie chromatografii gazowej do destylacji 

symulowanej (SIMDIS). Aktualny stan wiedzy i nowe perspektywy ............ 89 

Iwona Kiersztyn, Anita Siłak, Paweł Piszcz, Anna Lamert, 

Krzysztof Kurzak, Mariusz S. Kubiak, Bronisław K. Głód 

Zastosowanie RP-HPLC z detekcją elektrochemiczną 

do analizy kompleksów niklu z zasadami Schiffa....................................... 101 

3

Elżbieta Włodarczyk, Paweł K. Zarzycki 

Zastosowanie chromatografii w analizie modulatorów 

hormonalnych występujących w środowisku.............................................. 109 

Grzegorz Boczkaj, Marek Gołębiowski, 

Marian Kamiński, Piotr Stepnowski 

Identyfikacja lotnych składników ścieków z instalacji 

oksydacji asfaltów z wykorzystaniem chromatografii 

gazowej sprzężonej ze spektrometrią mas (GC-MS)................................. 131 

Marian Kamiński, Bogdan Kandybowicz 

Metodyka korekty programu elucji w kolumnowej 

chromatografii cieczowej – HPLC/UPC...................................................... 139 

Mariusz S. Kubiak, Magdalena Polak, Paweł Piszcz 

Oznaczanie poziomu zawartości B(a)P 

w rynkowych przetworach mięsnych z wykorzystaniem HPLC.................. 153 

4

PRZEDMOWA 

Postępy chromatografii i innych technik i technologii rozdzielania to monografia 

poświęcona rozdzielaniu i analizie w przepływie, wydana przez Polskie 

Towarzystwo Nauk o Rozdzielaniu i Akademię Podlaską. Adresowana 

jest przede wszystkim do pracowników nauki, studentów oraz wszystkich, którzy 

na co dzień zajmują się chromatografią. Autorzy zawarli w tej pozycji praktyczne 

przykłady zastosowań z zakresu różnych dziedzin chromatografii. 

Pragniemy podziękować wszystkim, którzy przyczynili się do powstania 

tego opracowania oraz chcemy zachęcić innych, aby w przyszłości stali 

się współautorami kolejnych wydań. 

KOMITET REDAKCYJNY 

5

6

Bronisław K. GŁÓD, Iwona KIERSZTYN, Paweł PISZCZ 

Instytut Chemii, Zakład Chemii Analitycznej, Akademia Podlaska, 

ul. 3 Maja 54, 08-110 Siedlce 

e-mail: bkg@onet.eu; URL: http://dach.ich.ap.siedlce.pl 

I PODLASKIE SPOTKANIE CHROMATOGRAFICZNE 

1 ST PODLASIE’S CHROMATOGRAPHIC MEETING 

Miejscem spotkania była Reymontówka – Dom Pracy Twórczej, położony 

20 km na zachód od Siedlec w miejscowości Chlewiska w gminie Kotuń, 

wśród lasów i łąk Podlasia. Mieści się on w zabytkowym dworku wybudowanym 

w połowie XIX w. dla rodziny Różańskich. W 1926 r. dworek wraz 

z 300 ha gruntów kupiła wdowa po Władysławie Reymoncie - Aurelia, przeznaczywszy 

na ten cel część pieniędzy z nagrody Nobla, jaką otrzymał 

Reymont za powieść Chłopi. Za rządów Aurelii Reymontowej Chlewiska 

przeżywały czasy największej świetności. Od 1.01.1999 r. ich właścicielem 

jest Starostwo Powiatowe w Siedlcach. W ubiegłym roku w Zakładzie Chemii 

Analitycznej Akademii Podlaskiej zrodził się pomysł zorganizowania konferencji 

naukowej właśnie w tym miejscu, w Reymontówce, która stanowi oryginalną 

kompozycję przeszłości i teraźniejszości, tradycji i postępu; pielęgnuje 

dziedzictwo kulturowe regionu i jest też otwarta na nowe wyzwania 

współczesności. 

I Podlaskie Spotkanie Chromatograficzne odbyło się w Reymontówce 

w dniach od 20 do 23 września 2009 r. pod honorowym patronatem JM Rektora 

Akademii Podlaskiej i prezydenta miasta Siedlce. Organizatorem spotkania 

była Akademia Podlaska (Zakład Chemii Analitycznej). Opiekę merytoryczną 

i organizacyjną sprawowały osoby: 

Komitet Naukowy: 

Tadeusz Dzido – Lublin 

Bronisław K. Głód – Siedlce 

Marian Kamiński – Gdańsk 

7

Teresa Kowalska – Katowice 

Mieczysław Sajewicz – Katowice 

Andrzej Stołyhwo – Warszawa 

Monika E. Waksmundzka-Hajnos – Lublin 

Zygfryd Witkiewicz – Kielce 

Paweł Zarzycki – Koszalin 

Komitet Organizacyjny: 

Bronisław K. Głód 

Iwona Kiersztyn 

Anna Lamert 

Paweł Piszcz 

Wzięło w nim udział ponad 50 pracowników czołowych polskich ośrodków 

akademickich i badawczych. Podczas spotkania wygłoszone zostały wykłady: 

1. Zasady doboru optymalnych warunków rozdzielania na kolumnowej elucyjnej 

chromatografii cieczowej 

Marian Kamiński 

2. Ciśnieniowa elektrochromatografia planarna - postępy i wyzwania 

Tadeusz Dzido, Paweł W. Płocharz, Piotr Ślązak, Adam Chomicki, Aneta 

Hałka-Grysińska, Beata Polak 

3. Dozownik laserowy do dozowania próbek ciekłych do kolumn pakowanych 

w chromatografii gazowej 

Piotr M. Słomkiewicz, Zygfryd Witkiewicz 

4. Optymalizacja układów chromatograficznych do rozdzielania i wyznaczania 

ich parametrów lipofilowości związków zasadowych 

Monika Waksmundzka-Hajnos, Anna Petruczynik 

5. Badanie składu wtórnego aerozolu organicznego na podstawie reakcji 

alfa-pinenu z ozonem 

Konrad Kowalewski, Tomasz Gierczak 

6. Wpływ modyfikatora eleuentu na selektywność rozdzielenia substancji 

w układach odwróconych wysokosprawnej chromatografii cieczowej 

Anna Klimek-Turek, Tadeusz Dzido 

8

7. Application of thermostated micro-thin-layer chromatography for pharmaceutical 

analysis and physicochemical investigations 

Magdalena Zarzycka, Paweł Zarzycki, Bronisław K. Głód 

9. Practical approach to quantification of steroids and related low molecular 

mass compounds in complex biological samples using temperaturedependent 

inclusion chromatography 

Paweł K. Zarzycki 

10. Preparatywna i procesowa chromatografia cieczowa 


11. Zastosowanie metod separacyjnych w badaniu enancjomeryzacji 

Monika Asztemborska 

Podczas sesji posterowej pokazane zostały plakaty ilustrujące osiągnięcia 

badawcze o tematyce chromatograficznej: 

1. Wykorzystanie techniki HPLC i LC – MS w badaniach procesów fotodegradacji 

doksazosyny i terazosyny 

Joanna Karpińska, Aneta Sokół, Marta Hryniewicka 

2. Zastosowanie ekstrakcji micelarnej do chromatograficznej analizy famotydyny 

Barbara Starczewska, Ilona Kiszkiel, Monika Kasabuła 

3. Badanie lipofilowości pochodnych kwasu 4-fenylo-1,2,4-triazolo-5- 

-sulfanylooctowego metodą chromatografii cienkowarstwowej 

Anna Hawrył, Ewelina Pikula, Monika Waksmundzka-Hajnos 

4. Rozdzielenie glikozydów flawonoidowych metodą chromatografii cienkowarstwowej 

Anna Petruczynik, Danuta Smolarz, Monika Król, Jakub Kryszeń, Michał 

Hajnos, Monika Waksmundzka-Hajnos 

5. Zastosowanie chromatografii do badania migracji specyficznej stabilizatorów 

i środków przeciwstarzeniowych w kompozytach elastomerowych 

przeznaczonych do kontaktu z żywnością 

Teresa Kleps, Teresa Parys, Aneta Stępkowska, Marta Tomaszewska, 

Jolanta Popielewska 

6. Oznaczanie składników preparatu cefalgin metodami chromatografii 

cienkowarstwowej elektrochromatografii planarnej 

9

Aneta Hałka-Grysińska, Piotr Ślązak, Grzegorz Zaręba, Tadeusz 

H. Dzido 

7. HPLC kwasów fenolowych orzecha włoskiego 

Grzegorz ChrzanowskI, Bogumił Leszczyński, Paweł Czerniewicz, Henryk 

Matok, Radosław Matejek 

8. Oznaczanie wolnej frakcji indometacyny w osoczu ludzkim z wykorzystaniem 

techniki HPLC/UV-VIS 

Krzysztof Kondzioła, Andrzej L. Dawidowicz 

9. Flawonoidy lucerny siewnej 

Sylwia Goławska, Ireneusz Kapusta, Bogdan Janda, Bogumił Leszczyński 

10. Application HS-SPME/GC-MS for analysis of volatile compounds of walnut 

induced by aphid feeding 

Robert Krzyżanowski, Bogumił Leszczyński 

11. Ekstrakcja przegrzaną wodą w procedurze chromatograficznego oznaczania 

składu olejku eterycznego z ziela tymianku 

Ewelina Rado, Andrzej L. Dawidowicz 

12. The new method to study molecular interactions 

Anna Bielejewska, Andrzej Bylina, Kazimiera Duszczyk 

13. Chromatograficzne oznaczanie całkowitego potencjału antyoksydacyjnego 

w oparciu o reakcje rodników hydroksylowych z kwasem 

p-hydroksybenzoesowym 

Paweł Piszcz, Agnieszka Beta, Iwona Kiersztyn, B. Krzysztof Głód 

14. Zastosowanie HPLC do pomiarów całkowitego potencjału antyoksydacyjnego 

miodów i miodów pitnych 

Paweł Wantusiak, Paweł Piszcz, Monika Skwarek, Bronisław K. Głód 

15. Mechanizm retencji kwasów karboksylowych na różnych kolumnach 

HPLC 

Monika Skwarek, Paweł Wantusiak, Paweł Piszcz, B. Krzysztof Głód 

16. Rozdział kompleksów niklu z zasadami schiffa za pomocą HPLC z detekcją 

UV i elektrochemiczną 

Iwona Kiersztyn, Anita Siłak, Paweł Piszcz, Krzysztof Kurzak, Bronisław 

K. Głód 

17. Chromatograficzne i elektrochemiczne metody wyznaczania całkowitego 

potencjału antyoksydacyjnego miodów i miodów pitnych 

Paweł Wantusiak, Marcin Boruc, Monika Skwarek, Paweł Piszcz, Iwona 

Kiersztyn, Bronisław K. Głód 

18. pH zależne chromatograficzne pomiary całkowitego potencjału antyoksydacyjnego 

Emila Gołdyn, Paweł Piszcz, Bronisław K. Głód 

19. The degradation by Fenton system 

Konrad Żurawski, Paweł Piszcz, Bronisław K. Głód 

10

Obradom towarzyszyły prezentacje i wykłady firm chromatograficznych: 

1. Janusz Polkowski, Merck; 

2. Witold Ryttel, Knauer; 

3. Lech Rombalski, Varian/Candela; 

4. John Podgórski, Shimadzu. 

Materiały konferencyjne zostały wydane w postaci książki abstraktów. 

Dodatkowo uczestnicy otrzymali dwie monografie: Wysokosprawna chromatografia 

cieczowa: Podstawy teoretyczne (B.K. Głód, P. Piszcz) i Postępy 

chromatografii (Monografie nr 111, B.K. Głód, red.). Druga z nich pomyślana 

została jako pierwsza z cyklu monografii poświęconych najnowszym trendom 

w chromatografii, zawierająca prace przeglądowe w języku polskim. 

Spotkaniu towarzyszyły imprezy dodatkowe, bankiet powitalny, 

uświetniony występem Piotra Gozdka, ucznia Szkoły Muzycznej w Siedlcach 

i Mistrza Świata w tańcu oraz koncertem fortepianowym prof. Moniki Waksmundzkiej-Hajnos, 

ognisko. 

Zorganizowana wycieczka po Siedlcach i okolicach obejmowała zwiedzanie 

zabytkowego, XVIII-wiecznego kościoła w Żeliszewie Podkościelnym, Siedlec 

oraz pałacu Ogińskich w Siedlcach, który obecnie jest siedzibą władz 

Akademii Podlaskiej. Niewątpliwie w pamięci wszystkich pozostanie wizyta 

w Muzeum Diecezjalnym w Siedlcach, gdzie podziwiano Ekstazę św. Franciszka, 

dzieło El Greca. 

11

Podczas konferencji zaproponowano, aby spotkania odbywały się cyklicznie, 

corocznie. Następne odbędzie się w dniach 12-15 września 2010 r. 

Zrodził się również pomysł utworzenia Polskiego Towarzystwa Nauk o Roz- 

12

dzielaniu. Wydawać ono będzie czasopismo Postępy Chromatografii, w którym 

publikowane będą artykuły oryginalne w języku angielskim i przeglądowe 

w języku polskim. 

Organizatorzy I Podlaskiego Spotkania Chromatograficznego dziękują 

sponsorom: Prezydent Miasta Siedlce, Merc, Polimex Mostostal, Atut, 

Arche, Carsed, Drosed, MPK Siedlce, Knauer Polska, Chromdes, Bruker 

Polska, Prima, bez których pomocy zorganizowanie konferencji byłoby niemożliwe. 

13

14

Bronisław K. GŁÓD 1 , Marian KAMIŃSKI 2 

1 

Instytut Chemii, Zakład Chemii Analitycznej, Akademia Podlaska 


2 


Politechnika Gdańska, Wydział Chemiczny, 80-233 Gdańsk, 

ul. Narutowicza 11/12, e-mail: mknkj@chem.pg.gda.pl; tel. (58) 347-17-29 

POLSKIE TOWARZYSTWO NAUK O ROZDZIELANIU 

POLISH SOCIETY OF THE SEPARATION SCIENCES 

Deklaracja Założycielska Polskiego Towarzystwa Nauk o Rozdzielaniu 

Reymontówka - Kotuń/Chlewiska, 22.09.2009 r. 

Burzliwy rozwój w okresie ostatnich dziesięcioleci technik i metod 

chromatografii, a także wielu innych technik i metod rozdzielania, tak w zastosowaniu 

do przygotowania próbki do analityki i oznaczania składników 

mieszanin, jak i do oczyszczania produktów oraz otrzymywania czystych 

substancji w skali prepratywnej i procesowej, w tym do produkcji wielu rodzajów 

produktów przemysłu farmaceutycznego, biotechnologii, biochemii 

technicznej i innych dziedzin wytwórczości, powoduje potrzebę podniesienia 

efektywności badań i poszukiwań optymalnych - maksymalnie efektywnych 

warunków realizacji rozdzielania, a także wprowadzenia szerokiego nauczania 

nowoczesnych technik i technologii rozdzielania. 

Potrzebne jest także organizowanie odpowiednich konferencji, sympozjów, 

szkoleń oraz redakcja i wydawanie podręczników, a być może też 

byłoby celowe założenie polskiego czasopisma specjalistycznego w zakresie 

rozdzielania - publikacje oryginalne w języku angielskim, z obszernym „opisem” 

polsko-języcznym, publikacje przeglądowe w języku polskim, z obszernym 

„opisem” w języku angielskim. 

Biorąc pod uwagę okoliczność odkrycia kolumnowej chromatografii 

elucyjnej przez dr. M. Cwieta w Warszawie, wieloletnią tradycję w Polsce 

w zakresie badań teoretycznych, aplikacyjnych, a także prac badawczo- 

-rozwojowych i techniczno-konstrukcyjnych nad aparaturą do nowoczesnych 

technik rozdzielania w Polsce, zainicjowanych i kierowanych przez nieżyjących 

już naszych nauczycieli, takich jak prof. prof. A. Waksmundzki, 

W. Kemula, J.S. Kowalczyk, A. Suprynowicz. D. Sybilska i inni, uważamy za 

celowe utworzenie i doprowadzenie do aktywnego dzialania Polskie Towarzystwo 

Nauk o Rozdzielaniu, akronim - PT-NoR. 

Podpisali: 

Tadeusz Dzido, Bronisław K. Głód, Stanisław Kalembasa, Marian Kamiński, 

Andrzej Stołyhwo, Monika E. Waksmundzka-Hajnos, Paweł Zarzycki 

15

STATUT POLSKIEGO TOWARZYSTWA NAUK 

O ROZDZIELANIU 

propozycja 

Rozdział I 

Nazwa, teren, działalność, siedziba władz i charakter prawny 

§ 1 

Stowarzyszenie nosi nazwę Polskie Towarzystwo Nauk o Rozdzielaniu, 

akronim PT-NoR, zwane w dalszej części statutu „Towarzystwem”. Nazwa 

angielskojęzyczna – Polish Society of Separation Sciences, w skrócie 

PSSS. 

§ 2 

Terenem działalności Towarzystwa jest obszar Rzeczypospolitej Polskiej, 

a siedzibą Dom Pracy Twórczej Reymontówka w Kotuniu. 

§ 3 

Towarzystwo jest zarejestrowanym stowarzyszeniem naukowym i naukowo- 

-technicznym, działającym na podstawie obowiązującego prawa o stowarzyszeniach 

i z tego tytułu posiada osobowość prawną. 

§ 4 

Towarzystwo może powoływać Oddziały, podlegające legalizacji przez właściwą 

terenową władzę administracji ogólnej oraz Koła. 

§ 5 

Towarzystwo może być członkiem krajowych i zagranicznych stowarzyszeń 

o tym samym lub podobnym profilu działania. 

§ 6 

1. Towarzystwo używa pieczęci okrągłej z napisem w otoku: Polskie Towarzystwo 

Nauk o Rozdzielaniu, z napisem pośrodku: z siedzibą w Reymontówce 

lub Zarząd Oddziału w .... 

2. Towarzystwo używa pieczęci podłużnych z nazwą i adresem Towarzystwa 

i jego oddziałów. 

3. Towarzystwo może posiadać odznakę członkowską na podstawie obowiązujących 

w tym zakresie przepisów. 

§ 7 

Towarzystwo opiera swą działalność na pracy społecznej ogółu członków. 

16

Rozdział II 

Cele i środki działania 

§ 8 

Celem Towarzystwa jest: 

1. propagowanie postępu nauki, techniki i technologii rozdzielania wśród 

zajmujących się tym zawodowo lub sporadycznie pracowników nauki, 

przemysłu oraz innych specjalistów, a także studentów i uczniów szkół 

średnich, 

2. zachęcanie ww. osób do badań, rozwoju i stosowania w praktyce najnowszych 

osiągnięć w zakresie technik i technologii rozdzielania oraz 

wdrażania tychże do praktyki, 

3. reklama polskich osiągnięć w zakresie technik i technologii rozdzielania 

mieszanin poza granicami Rzeczypospolitej Polskiej. 

§ 9 

Towarzystwo realizuje swe cele przez: 

1. prowadzenie działalności wydawniczej w postaci monografii, periodyków 

oraz czasopism naukowych i popularnoszkoleniowych, 

2. prowadzenie kursów szkoleniowych, 

3. organizowanie zjazdów, konferencji naukowych oraz wystaw, 

4. opiniowanie i zgłaszanie wniosków w sprawie odznaczeń i nagród państwowych 

dla członków Towarzystwa, 

5. wydawanie opinii fachowych dla władz państwowych i organizacji społecznych, 

6. współpracę i utrzymywanie kontaktów naukowych z pokrewnymi stowarzyszeniami 

w kraju i za granicą, 

7. ogłaszanie konkursów, przyznawanie nagród i udzielanie pomocy na badania 

i rozwój o charakterze naukowo-technicznym w zakresie nauk 

o rozdzielaniu. 

Rozdział III 

Członkowie, ich prawa i obowiązki 

Członkowie dzielą się na: 

1. zwyczajnych, 

2. wspierających, 

3. honorowych. 

§ 10 

§ 11 

Członkiem zwyczajnym Towarzystwa może zostać osoba interesująca się 

naukami o rozdzielaniu, która: 

1. posiada obywatelstwo polskie albo obywatelstwo któregokolwiek z krajów 

Unii Europejskiej, 

17

2. Posiada co najmniej średnie wykształcenie ogólnokształcące lub techniczne. 

§ 12 

Członek zwyczajny ma prawo do: 

1. czynnego i biernego wyboru do wszystkich władz Towarzystwa, 

2. udziału w zebraniach i posiedzeniach, zjazdach, konferencjach naukowych, 

kursach oraz wycieczkach krajowych i zagranicznych organizowanych 

przez Towarzystwo zgodnie z regulaminem uchwalonym przez Zarząd 

Główny, 

3. korzystania z bibliotek i zbiorów Towarzystwa, 

4. działania w sekcjach naukowych zgodnie z posiadaną specjalizacją bądź 

zainteresowaniem, 

5. noszenia odznaki Towarzystwa. 

§ 13 

Członków zwyczajnych przyjmuje właściwy terenowo Zarząd Oddziału na 

podstawie pisemnej deklaracji podpisanej przez dwóch członków wprowadzających. 

§ 14 

1. Członkiem wspierającym może być osoba prawna lub fizyczna zainteresowana 

merytoryczną działalnością Towarzystwa, która zadeklaruje poparcie 

finansowe lub rzeczowe dla Towarzystwa. 

2. Członków wspierających - osoby prawne, przyjmuje na podstawie pisemnej 

deklaracji, Zarząd Główny; członków wspierających, osoby fizyczne, 

przyjmuje Zarząd Oddziału. 

3. Członek wspierający ma prawo do korzystania z pomocy Towarzystwa na 

zasadach określonych w regulaminie uchwalonym przez Zarząd Główny. 

4. Członkowie wspierający, osoby prawne, działają w Towarzystwie poprzez 

swoich przedstawicieli. 

§ 15 

1. Członkostwo honorowe nadaje na wniosek Zarządu Głównego Walne 

Zgromadzenie Delegatów osobom, które położyły wybitne zasługi 

w dziedzinie nauk o rozdzielaniu albo szczególne zasłużyły się Towarzystwu. 

2. Członek honorowy posiada wszystkie prawa i obowiązki członka zwyczajnego, 

a ponadto jest zwolniony od obowiązku płacenia składek 

członkowskich. 

§ 16 

Członek zwyczajny jest zobowiązany do: 

1. przestrzegania postanowień statutu, regulaminów i uchwał władz Towarzystwa, 

2. aktywnego udziału w realizacji celów statutowych Towarzystwa, 

18

3. przestrzegania norm współżycia społecznego i etyki zawodowej, 

4. regularnego opłacania składek członkowskich w wysokości ustalonej 

przez Walne Zgromadzenie Delegatów Towarzystwa. 

§ 17 

Członkostwo zwyczajne ustaje na skutek: 

1. dobrowolnego wystąpienia członka zgłoszonego na piśmie Zarządowi 

Oddziału, 

2. skreślenia przez Zarząd Oddziału z powodu zalegania z opłatą składek 

członkowskich za okres jednego roku, pomimo dwukrotnego pisemnego 

upomnienia, 

3. wykluczenia za działalność na szkodę Towarzystwa bądź poważne naruszenie 

zasad etyki, na podstawie prawomocnego orzeczenia Sądu Koleżeńskiego 

lub w przypadku skazania wyrokiem sądu powszechnego na 

karę dodatkową utraty praw publicznych. 

§ 18 

Od prawomocnego orzeczenia Sądu Koleżeńskiego, o którym mowa w § 17 

pkt. 3, dotyczącego wykluczenia członka z Towarzystwa, przysługuje członkowi 

prawo odwołania się do Walnego Zgromadzenia Delegatów. 

§ 19 

1. Członkostwo członka wspierającego - osoby prawnej ustaje na skutek: 

1) dobrowolnej rezygnacji zgłoszonej na piśmie Zarządowi Głównemu, 

2) skreślenia na podstawie uchwały Zarządu Głównego w związku 

z utratą osobowości prawnej. 

2. Członkostwo członka wspierającego - osoby fizycznej ustaje na skutek: 

1) dobrowolnej rezygnacji zgłoszonej na piśmie Zarządowi Oddziału, 

2) uchwały Zarządu Oddziału podjętej w związku z niewypełnianiem 

przyjętych zobowiązań finansowych bądź rzeczowych. 

Rozdział IV 

Władze Towarzystwa 

§ 20 

1. Władzami Towarzystwa są: 

1) Walne Zgromadzenie Delegatów, 

2) Zarząd Główny, 

3) Główna Komisja Rewizyjna, 

4) Sąd Koleżeński. 

2. Kadencja wszystkich władz trwa trzy lata, a wybór odbywa się w głosowaniu 

jawnym lub tajnym, w zależności od uchwały Walnego Zgromadzenia 

Delegatów. 

3. Członkowie władz pełnią swe funkcje honorowo na zasadzie działalności 

społecznej. 

19

4. O ile postanowienia statutu nie stanowią inaczej, uchwały władz Towarzystwa 

podejmowane są zwykłą większością głosów przy obecności co 

najmniej połowy osób uprawnionych do głosowania. 

§ 21 

1. Najwyższą władzą Towarzystwa jest Walne Zgromadzenie Delegatów 

zwoływane przez Zarząd Główny. 

2. Walne Zgromadzenie Delegatów może być zwyczajne lub nadzwyczajne. 

§ 22 

Do kompetencji Zwyczajnego Walnego Zgromadzenia Delegatów należy: 

1. podejmowanie uchwał wytyczających główne kierunki działalności merytorycznej 

i finansowej Towarzystwa, 

2. rozpatrywanie i przyjmowanie sprawozdań z działalności Zarządu 

Głównego, Głównej Komisji Rewizyjnej i Sądu Koleżeńskiego, 

3. udzielanie absolutorium ustępującemu Zarządowi Głównemu na wniosek 

Głównej Komisji Rewizyjnej, 

4. wybór prezesa Zarządu Głównego spośród członków zwyczajnych, posiadających 

tytuł profesora lub stopień naukowy doktora habilitowanego 

albo jego odpowiednik, 

5. wybór członków Zarządu Głównego, członków Głównej Komisji Rewizyjnej 

i ich zastępców oraz członków Sądu Koleżeńskiego, 

6. zatwierdzanie regulaminu Zarządu Głównego, Głównej Komisji Rewizyjnej 

i Sądu Koleżeńskiego oraz regulaminu obrad Walnego Zgromadzenia 

Delegatów, 

7. zatwierdzanie sprawozdań finansowych oraz wytycznych do planów 

finansowych, 

8. uchwalanie wysokości składek członkowskich oraz zasad podziału 

wpływów ze składek członkowskich pomiędzy Zarząd Główny i Oddziały, 

9. nadawanie i pozbawianie członkostwa honorowego oraz innych godności 

honorowych, 

10. podejmowanie uchwały o przystąpieniu lub wystąpieniu ze stowarzyszeń, 

o których mowa w § 5, 

11. rozpatrywanie odwołań od orzeczeń Sądu Koleżeńskiego, o których 

mowa w § 35, 

12. podejmowanie uchwał o zmianie statutu, 

13. podejmowanie uchwał o przyjęciu i zmianach zasad etyczno- 

-deontologicznych, 

14. podejmowanie uchwały o rozwiązaniu się Towarzystwa albo zmiany jego 

nazwy, 

15. podejmowanie uchwał w sprawach wniesionych przez Zarząd Główny, 

Główną Komisję Rewizyjną lub Zarządy Oddziałów Towarzystwa. 

20

§ 23 

Uchwały Walnego Zgromadzenia Delegatów zapadają zwykłą większością 

głosów przy obecności co najmniej połowy delegatów w pierwszym 

terminie, w drugim terminie bez względu na liczbę obecnych delegatów. 

§ 24 

1. W Walnym Zgromadzeniu Delegatów z głosem stanowiącym biorą udział 

delegaci Oddziałów wybrani na Walnych Zebraniach Członków Oddziałów 

według klucza wyborczego ustalonego każdorazowo przez Zarząd 

Główny. 

2. W Walnym Zgromadzeniu Delegatów z głosem doradczym biorą udział: 

1) członkowie ustępujących władz, jeżeli nie zostali wybrani delegatami, 

2) członkowie honorowi, jeżeli nie zostali wybrani delegatami, 

3) goście zaproszeni przez Zarząd Główny. 

§ 25 

O terminie i miejscu obrad Zwyczajnego Walnego Zgromadzenia Delegatów 

Zarząd Główny zawiadamia Zarządy Oddziałów co najmniej na trzy miesiące 

przed zwołaniem Walnego Zgromadzenia z podaniem proponowanego porządku 

obrad. 

§ 26 

1. Nadzwyczajne Walne Zgromadzenie Delegatów może być zwołane przez 

Zarząd Główny: 

1) z własnej inicjatywy, 

2) na wniosek Głównej Komisji Rewizyjnej, 

3) na wspólny wniosek Zarządów co najmniej trzech Oddziałów Towarzystwa 

zgłoszony na piśmie Zarządowi Głównemu. 

2. Nadzwyczajne Walne Zgromadzenie Delegatów jest zwoływane przez 

Zarząd Główny w terminie trzech miesięcy od daty podjęcia uchwały 

bądź zgłoszenia wniosku i obraduje nad sprawami, dla których zostało 

zwołane. W Nadzwyczajnym Walnym Zgromadzeniu delegatów biorą 

udział delegaci wybrani na ostatnie Zwyczajne Walne Zgromadzenie Delegatów. 

3. O miejscu i terminie Nadzwyczajnego Walnego Zgromadzenia Delegatów 

Zarząd Główny zawiadamia delegatów za pośrednictwem Zarządów Oddziałów 

przynajmniej na 45 dni przed ustalonym terminem zgromadzenia, 

podając porządek obrad. 

§ 27 

1. Zarząd Główny składa się co najmniej z pięciu członków wybranych 

przez Walne Zgromadzenie Delegatów, w tym: prezesa, dwóch wiceprezesów, 

sekretarza i skarbnika oraz członków Zarządu wchodzących 

w skład Zarządu Głównego „z urzędu” - prezesów wszystkich Oddziałów 

Towarzystwa. Przy czym Walne Zgromadzenie wybiera prezesa i pozostałych 

członków Zarządu Głównego, nie wchodzących z urzędu do Za- 

21

ządu. Poszczególne funkcje w ramach Zarządu Głównego są stanowione 

zwykłą większością głosów na wniosek Prezesa Zarządu Głównego 

podczas pierwszego posiedzenia Zarządu, które powinno mieć miejsce 

podczas trwania Walnego Zgromadzenia. 

2. Prezes i funkcyjni członkowie Zarządu Głównego wybrani zgodnie z ust. 1 

tworzą Prezydium Zarządu Głównego. 

3. W przypadku rezygnacji z pełnienia funkcji, utraty zdolności do jej sprawowania 

lub śmierci prezesa, jego obowiązki do końca kadencji przejmuje 

jeden z wiceprezesów powołany przez Zarząd Główny. 

4. W przypadku, o którym mowa w ust 3, w odniesieniu do skarbnika, lub 

sekretarza, jego obowiązki przejmuje członek Zarządu powołany przez 

Zarząd Główny. 

5. Zarząd Główny ma prawo dokooptować nowych członków wchodzących 

w skład Zarządu Głównego spośród członków zwyczajnych Towarzystwa 

w miejsce tych, którzy ustąpili w czasie trwania kadencji, z tym że liczba 

dokooptowanych nie może przekroczyć dwóch osób. 

§ 28 

Do kompetencji Zarządu Głównego należy: 

1. reprezentowanie Towarzystwa na zewnątrz i działanie w jego imieniu, 

2. kierowanie działalnością Towarzystwa zgodnie z postanowieniami statutu 

oraz uchwałami i wytycznymi Walnego Zgromadzenia Delegatów, 

3. uchwalanie okresowych planów działalności naukowej, naukowo- 

-technicznej i organizacyjnej, 

4. powoływanie i rozwiązywanie Oddziałów Towarzystwa, sekcji naukowych 

i ich zespołów, komisji problemowych stałych i okresowych oraz 

sprawowanie nadzoru nad ich działalnością, 

5. uchwalanie regulaminów działalności Prezydium Zarządu Głównego, 

Oddziałów Towarzystwa, kół, sekcji naukowych oraz innych regulaminów 

wewnętrznych, 

6. powoływanie prezesa i skarbnika w przypadku, o którym mowa w § 27 

ust. 3 i 4, 

7. przyjmowanie i skreślanie członków wspierających - osób prawnych, 

8. ustalanie terminu i miejsca Zwyczajnego Walnego Zgromadzenia Delegatów, 

9. występowanie z wnioskiem do Walnego Zgromadzenia Delegatów 

o nadanie lub o pozbawienie członkostwa honorowego oraz innych 

godności honorowych, 

10. występowanie z wnioskami do Walnego Zgromadzenia Delegatów 

o przystąpienie do stowarzyszeń krajowych i zagranicznych, 

11. ustalanie terminu, miejsca oraz zasad organizacyjnych zjazdów naukowych 

Towarzystwa, 

12. powoływanie przewodniczącego Rady Programowej zjazdu naukowego 

Towarzystwa, 

13. ogłaszanie konkursów, przyznawanie nagród i udzielanie pomocy na 

badania, 

22

14. opiniowanie i zgłaszanie wniosków w sprawie odznaczeń państwowych 

dla farmaceutów - członków Towarzystwa, 

15. przyznawanie odznaczeń honorowych Towarzystwa w trybie zatwierdzanym 

przez Walne Zgromadzenie Delegatów, 

16. uchwalanie budżetu i zatwierdzanie sprawozdań finansowych Towarzystwa, 

17. zarządzanie majątkiem i funduszami Towarzystwa przez przyjmowanie 

darowizn i zapisów, 

18. podejmowanie uchwał o nabywaniu i obciążaniu majątku nieruchomego 

Towarzystwa, 

19. występowanie do Sądu Koleżeńskiego o wszczęcie postępowania 

w sprawach będących w kompetencji tego Sądu, 

20. powoływanie i odwoływanie dyrektora Biura Zarządu Głównego oraz 

zatwierdzanie regulaminu Biura Zarządu Głównego, 

21. nadzór nad działalnością wydawniczą Towarzystwa. 

§ 29 

1. Posiedzenia Zarządu Głównego odbywają się w miarę potrzeby, nie rzadziej 

jednak niż raz na pół roku. 

2. Uchwały Zarządu Głównego zapadają zwykłą większością głosów przy 

obecności co najmniej połowy członków, w tym prezesa lub jednego 

z wiceprezesów. W razie równej liczby głosów rozstrzyga głos przewodniczącego 

zebrania. 

§ 30 

1. W skład Prezydium Zarządu Głównego wchodzą: prezes, dwóch wiceprezesów, 

sekretarz i skarbnik. W razie takiej potrzeby, Zarząd może rozszerzyć 

Prezydium o dwóch członków zarządu. 

2. Wiceprezesów, sekretarza i skarbnika wybiera Zarząd Główny, na wniosek 

prezesa, z listy członków Zarządu. 

§ 31 

1. Prezydium Zarządu Głównego kieruje działalnością Towarzystwa w okresie 

pomiędzy posiedzeniami Zarządu Głównego zgodnie z regulaminem 

Prezydium uchwalonym przez Zarząd Główny. 

2. Posiedzenia Prezydium odbywają się w miarę potrzeby, nie rzadziej jednak 

niż raz na 3 miesiące. 

3. Uchwały Prezydium Zarządu Głównego zapadają zwykłą większością 

głosów przy obecności co najmniej połowy członków Prezydium, w tym 

prezesa lub jednego z wiceprezesów i podlegają zatwierdzeniu na najbliższym 

posiedzeniu Zarządu Głównego. 

23

§ 32 

Główna Komisja Rewizyjna składa się z 3 członków i 2 zastępców członków. 

Komisja wybiera przewodniczącego spośród członków. 

§ 33 

1. Główna Komisja Rewizyjna jest powołana do przeprowadzenia co najmniej 

raz w roku kontroli całokształtu działalności Towarzystwa, ze 

szczególnym uwzględnieniem gospodarki finansowej. 

2. Główna Komisja Rewizyjna ma prawo występowania do Zarządu Głównego 

z wnioskami wynikającymi z ustaleń kontroli oraz żądania wyjaśnień. 

3. Przewodniczący i członkowie Głównej Komisji Rewizyjnej mogą brać 

udział w posiedzeniach Zarządu Głównego i Prezydium z głosem doradczym. 

§ 34 

Szczegółowy zakres działania Głównej Komisji Rewizyjnej określa regulamin 

Głównej Komisji Rewizyjnej zatwierdzony przez Walne Zgromadzenie Delegatów. 

§ 35 

1. Sąd Koleżeński składa się z 3 członków. Spośród członków Sąd Koleżeński 

wybiera przewodniczącego i sekretarza. 

2. Do zadań Sądu Koleżeńskiego należy rozpatrywanie spraw naruszania 

przez członków Towarzystwa statutu Towarzystwa, uchwał władz Towarzystwa, 

zasad deontologii, a także rozpatrywanie sporów wynikłych pomiędzy 

członkami Towarzystwa. 

3. Sąd Koleżeński orzeka jedno-instancyjnie. 

4. Orzeczenia Sądu Koleżeńskiego podlegają zaskarżeniu do Zarządu 

Głównego, którego rozstrzygnięcia są ostateczne. 

5. Szczegółowy tryb postępowania Sądu Koleżeńskiego określa regulamin 

Sądu Koleżeńskiego zatwierdzony przez Walne Zgromadzenie Delegatów. 

Rozdział V 

Oddziały Terenowe Towarzystwa 

§ 36 

1. Oddziały Terenowe Towarzystwa powstają na podstawie uchwały Zarządu 

Głównego na terenie, na którym zamieszkuje bądź pracuje co najmniej 

25 członków Towarzystwa. 

2. Teren działalności Oddziału i miejsce siedziby ustala Zarząd Główny. 

24

§ 37 

1. Władzami Oddziału są: 

1) Walne Zebranie Członków Oddziału, 

2) Zarząd Oddziału, 

3) Komisja Rewizyjna Oddziału. 

2. Przepisy § 20 ust 2 do 4 stosuje się odpowiednio do władz Oddziału. 

§ 38 

1. Najwyższą władzą Oddziału jest Walne Zebranie Członków Oddziału 

zwoływane przez Zarząd Oddziału. 

2. Walne Zebranie Członków Oddziału może być zwyczajne lub nadzwyczajne. 

§ 39 

Do kompetencji Walnego Zebrania Członków Oddziału należy: 

1. uchwalanie kierunków działalności merytorycznej i finansowej Oddziału 

zgodnie z postanowieniami statutu oraz uchwałami i wytycznymi władz 

Towarzystwa, 

2. rozpatrywanie i przyjmowanie sprawozdań z działalności Zarządu Oddziału 

na wniosek Komisji Rewizyjnej Oddziału, 

3. udzielanie absolutorium ustępującemu Zarządowi Oddziału na wniosek 

Komisji Rewizyjnej Oddziału, 

4. wybór prezesa i członków Zarządu Oddziału, 

5. wybór członków i zastępców członków Komisji Rewizyjnej Oddziału, 

6. wybór delegatów na Walne Zgromadzenie Delegatów Towarzystwa, 

7. uchwalanie wniosków i dezyderatów dotyczących działalności Towarzystwa. 

§ 40 

Uchwały Walnego Zebrania Członków Oddziału zapadają zwykłą większością 

głosów przy obecności co najmniej połowy członków Oddziału w pierwszym 

terminie, w drugim terminie bez względu na liczbę obecnych. 

§ 41 

1. Nadzwyczajne Walne Zebranie Członków Oddziału może być zwołane 

z inicjatywy Zarządu Głównego, Zarządu Oddziału, na wniosek Komisji 

Rewizyjnej Oddziału lub 1/5 liczby członków Oddziału. 

2. Nadzwyczajne Walne Zebranie Członków Oddziału zwołuje Zarząd Oddziału 

w terminie 30 dni od daty zgłoszenia wniosku i obraduje nad sprawami, 

dla których zostało zwołane. 

§ 42 

1. O terminie, miejscu i porządku obrad Walnego Zebrania Członków Oddziału 

Zarząd Oddziału zawiadamia członków Oddziału co najmniej na 

14 dni przed zwołaniem zebrania. 

25

2. W Walnym Zebraniu Członków Oddziału biorą udział z głosem stanowiącym 

wszyscy członkowie Oddziału, a z głosem doradczym zaproszeni 

goście. 

§ 43 

1. Zarząd Oddziału składa się z nie więcej niż 9 członków, w tym prezesa, 

wiceprezesa, sekretarza i jego zastępcy oraz skarbnika. 

2. Zarząd Oddziału ma prawo kooptacji nowych członków w miejsce tych, 

którzy ustąpili w czasie trwania kadencji, z tym że liczba dokooptowanych 

nie może przekroczyć 1/3 liczby członków Zarządu Oddziału pochodzących 

z wyboru. 

§ 44 

Do kompetencji Zarządu Oddziału należy: 

1. reprezentowanie Oddziału na zewnątrz i działanie w jego imieniu na 

swoim terenie, 

2. kierowanie działalnością Oddziału zgodnie z postanowieniami statutu 

i uchwałami władz Towarzystwa, 

3. przyjmowanie członków zwyczajnych i kandydatów na członków zwyczajnych, 

4. przyjmowanie i skreślanie członków wspierających - osób fizycznych, 

5. przyjmowanie i skreślanie członków – osób prawnych, 

6. powoływanie i rozwiązywanie kół Towarzystwa i sekcji naukowych oraz 

nadzorowanie ich działalności, 

7. uchwalanie budżetu i zatwierdzanie bilansu Oddziału, 

8. zarządzanie majątkiem Oddziału w ramach uprawnień przyznanych 

przez Zarząd Główny, 

9. składanie okresowych sprawozdań Zarządowi Głównemu, 

10. zgłaszanie Zarządowi Głównemu wniosków o nadanie godności członka 

honorowego Towarzystwa, 

11. zgłaszanie Zarządowi Głównemu wniosków o przyznanie nagród 

i odznaczeń państwowych dla członków Oddziału, 

12. występowanie do Sądu Koleżeńskiego o wszczęcie postępowania 

w sprawach o naruszenie przez członka Oddziału statutu Towarzystwa, 

uchwał władz Towarzystwa bądź zasad deontologii. 

§ 45 

1. Posiedzenia Zarządu Oddziału odbywają się w miarę potrzeby, nie rzadziej 

niż raz na kwartał. 

2. Uchwały Zarządu Oddziału podejmowane są zwykłą większością głosów 

przy obecności co najmniej połowy członków, w tym prezesa lub wiceprezesa. 

W razie równości głosów rozstrzyga głos przewodniczącego zebrania. 

26

§ 46 

1. Do zadań Komisji Rewizyjnej Oddziału należy kontrola całokształtu działalności 

Oddziału, ze szczególnym uwzględnieniem gospodarki finansowej, 

co najmniej raz w roku. 

2. Komisja Rewizyjna Oddziału ma prawo występowania do Zarządu Oddziału 

z wnioskiem z ustaleń kontroli. 

3. Członkowie Komisji Rewizyjnej Oddziału mogą brać udział w posiedzeniach 

Zarządu Oddziału z głosem doradczym. 

4. Komisja Rewizyjna Oddziału obejmuje swoją działalnością koła istniejące 

na terenie Oddziału. 

Rozdział VI 

Koła Towarzystwa 

§ 47 

1. Koła Towarzystwa powstają na podstawie uchwały Zarządu Oddziału. 

2. Teren działalności Koła i jego siedzibę ustala Zarząd Oddziału. 

3. Do powołania Koła wymagana jest liczba co najmniej 7 członków Towarzystwa. 

Władzami Koła są: 

1. Zebranie Członków Koła, 

2. Zarząd Koła. 

§ 48 

§ 49 

1. Najwyższą władzą Kola jest Zebranie Członków Koła. 

2. Do kompetencji Zebrania Członków Koła należy: 

1) uchwalanie kierunków działania na danym terenie, zgodnie z wytycznymi 

i uchwałami władz Oddziału, 

2) rozpatrywanie i przyjmowanie sprawozdań z działalności Zarządu 

Koła, 

3) udzielanie absolutorium ustępującemu Zarządowi Koła na wniosek 

Komisji Rewizyjnej Oddziału, 

4) wybór Zarządu Koła. 

3. W Walnym Zebraniu Członków Koła mogą brać udział z głosem doradczym 

przedstawiciele Zarządu Oddziału i Komisji Rewizyjnej Oddziału 

oraz zaproszeni goście. 

§ 50 

1. Zarząd Koła składa się z nie więcej niż 3 członków, spośród których wybiera 

przewodniczącego, jego zastępcę i sekretarza. Zastępca przewodniczącego 

pełni jednocześnie funkcję skarbnika Koła. 

27

2. Zarząd Koła realizuje statutowe cele Towarzystwa na obszarze objętym 

jego działalnością: 

1) kieruje działalnością Koła, 

2) składa Zarządowi Oddziału roczne sprawozdanie ze swej działalności. 

Rozdział VII 

Biuro Zarządu Głównego 

§ 51 

1. Działalność administracyjno-organizacyjną Towarzystwa prowadzi Biuro 

Zarządu Głównego. 

2. Biurem Zarządu Głównego kieruje dyrektor powoływany i odwoływany 

zgodnie z § 28 pkt 20 statutu. 

3. W skład Biura Zarządu Głównego wchodzą działy i inne jednostki organizacyjne 

ustalone w jego regulaminie, zatwierdzanym przez Zarząd Główny. 

4. Działem finansowym Biura Zarządu Głównego kieruje księgowy. 

5. Do pracowników Biura Zarządu Głównego nie stosuje się § 7 statutu. 

Rozdział VIII 

Majątek i fundusze Towarzystwa 

§ 52 

Majątek Towarzystwa stanowią nieruchomości i fundusze. 

§ 53 

Na fundusze Towarzystwa składają się: 

1. składki członkowskie, 

2. dochody z majątku nieruchomego i ruchomego Towarzystwa, 

3. dotacje, darowizny i zapisy, 

4. wpływy z wydawnictw i zjazdów naukowych osiągnięte w ramach realizacji 

zadań statutowych, 

5. wpływy z własnej działalności związanej z realizacją zadań statutowych. 

§ 54 

1. Do składania oświadczeń w zakresie praw i obowiązków majątkowych 

Towarzystwa upoważnieni są prezes i skarbnik łącznie. 

2. Prezes Towarzystwa może upoważnić do składania oświadczeń, o których 

mowa w ust 1, wiceprezesów i dyrektora Biura Zarządu Głównego, 

a skarbnik - głównego księgowego. 

3. W przypadku opisanym w § 27 ust 4. prawo składania oświadczeń 

w zakresie praw i obowiązków majątkowych Towarzystwa uzyskuje członek 

Prezydium powołany przez Zarząd Główny. 

4. Osoby upoważnione przez prezesa i skarbnika działają w granicach 

udzielonego pełnomocnictwa. 

28

Rozdział IX 

Zmiana statutu i rozwiązanie Towarzystwa 

§ 55 

Uchwałę w sprawie zmiany statutu podejmuje Walne Zgromadzenie Delegatów 

większością 2/3 głosów przy obecności co najmniej połowy osób uprawnionych 

do głosowania. 

§ 56 

1. Uchwałę o rozwiązaniu się Towarzystwa podejmuje Walne Zgromadzenie 

Delegatów większością 2/3 głosów przy obecności co najmniej połowy 

osób uprawnionych do głosowania. 

2. Uchwała o rozwiązaniu się Towarzystwa określa sposób likwidacji oraz 

cel, na jaki ma być przeznaczony majątek Towarzystwa. Majątek Towarzystwa 

powinien być przekazany pokrewnej instytucji, której działalność 

jest zgodna z niniejszym statutem. 

3. W sprawach nie uregulowanych niniejszym statutem mają zastosowanie 

postanowienia prawa o stowarzyszeniach. 

Tekst statutu zgodny z uchwałą 

Walnego Zgromadzenia Członków Założycieli Polskiego Towarzystwa Nauk 

o Rozdzielaniu 

z dnia 22 września 2009 r. 

29

30

Grzegorz BOCZKAJ 1 , Marian KAMIŃSKI 2 

Politechnika Gdańska, Wydział Chemiczny, Katedra Inżynierii Chemicznej i Procesowej 

80-233 Gdańsk, ul. Narutowicza 11/12, 

e-mail: grzegorz.boczkaj@gmail.com 1 , mknkj@chem.pg.gda.pl 2 , 

tel. (58) 347-17-29 

BADANIA KORELACJI RETENCJI 

Z WŁAŚCIWOŚCIAMI FIZYKOCHEMICZNYMI 

WYBRANYCH GRUP ORGANICZNYCH ZWIĄZKÓW SIARKI 

W PODZIAŁOWEJ CHROMATOGRAFII GAZOWEJ 

Zastosowanie podziałowej chromatografii gazowej z niepolarną ciekłą fazą 

stacjonarną pozwala na elucję analitów zgodnie z ich temperaturą wrzenia. Na tej 

podstawie powstała metoda symulowanej destylacji, w której wykorzystuje się chromatografię 

gazową i wzorce temperatury wrzenia w postaci n-parafin do wyznaczania 

krzywych destylacji produktów naftowych. Zależności korelacyjne wynikające 

z możliwości przewidzenia oddziaływań, a zatem retencji analitów dla określonej 

grupy związków wykorzystano w budowie modeli obliczenia retencji na podstawie 

budowy i właściwości fizykochemicznych wielu grup związków. 

W niniejszej pracy zbadano możliwość wyznaczenia wzorów korelacyjnych 

dla obliczania wartości czasu retencji lotnych i średnio lotnych związków siarki (tioli, 

siarczków, disiarczków, alkilo-tiofenów) na podstawie ich podstawowych własności fizykochemicznych. 

Zbadano korelację wartości czasu retencji z temperaturą wrzenia 

oraz masą cząsteczkową analizowanych grup związków siarki. Analizę przeprowadzono 

dla dwóch programów temperatury. 

Stwierdzono wysoką liniową korelację dla n-tioli, siarczków, disiarczków oraz 

tiofenu i alkilo-tiofenów. Dla zależności wartości czasu retencji od masy cząsteczkowej 

(R 2 = 0,9992-0,9181) oraz od temperatury wrzenia (R 2 = 1,0-0,9658). Znaczne 

odchylenia retencji wykazywały natomiast di-tiole, dla których, korelacja wartości 

czasu elucji z temperaturą wrzenia nie wykazują zgodności względem innych analizowanych 

związków oraz wykazują wyższą korelację wartości czasu retencji względem 

masy cząsteczkowej niż temperatury wrzenia. 

WSTĘP 

Analityka lotnych związków siarki, stanowi ważny aspekt współczesnej 

chemii analitycznej [1]. Dotyczy to zarówno zagadnień związanych z ich emisją 

i wysoką odorowością [2, 3], jak również ich limitowanej zawartości 

w produktach ropopochodnych (m.in. benzyna, olej napędowy) oraz związanej 

z tym kontroli procesowej odsiarczania frakcji naftowych [4]. 

Zastosowanie chromatografii gazowej z selektywną detekcją związków 

siarki pozwala na szczegółową analizę ich zawartości w analizowanych 

strumieniach ciekłych lub gazowych. W większości przypadków identyfikacji 

dokonuje się na podstawie wartości czasu retencji substancji wzorcowych 

lub indeksów retencji. Niekiedy w identyfikacji wykorzystuje się również 

spektrometrię mas jako dodatkowe potwierdzenie identyfikacji [5]. 

31

Jednocześnie od wielu lat prowadzone są badania nad możliwością 

dodatkowej identyfikacji, bez konieczności posiadania wszystkich potrzebnych 

substancji wzorcowych. Wiele prac dotyczy możliwości obliczenia 

(przewidzenia) retencji na podstawie struktury związków [6, 7], m.in. wielopierścieniowych 

węglowodorów heterocyklicznych siarki [6, 7, 9, 11], oraz 

ich właściwości fizykochemicznych. Większość wyników uzyskiwana jest 

w postaci indeksów retencji [8-11]. 

W niniejszej pracy zbadano możliwość dodatkowej identyfikacji lotnych 

związków siarki na podstawie korelacji wartości czasu retencji z właściwościami 

fizykochemicznymi, tj. temperatura wrzenia i masa cząsteczkowa. 

METODYKA 

Materiały: 

Wykorzystane w pracy odczynniki (n-pentan) i wzorce miały czystość 

powyżej 96% m/m. 

W pracy wykorzystano następujące substancje wzorcowe: 

- n-tiole: etanotiol, 1-propanotiol, 1-pentanotiol, 1-heksanotiol, 1-heptanotiol, 

1-dekanotiol, 

- ditiole: 1,2- etanoditionl, 1,3-propanoditiol, 1,4-butanoditiol. 

- siarczki organiczne: siarczek dimetylu, siarczek dietylu, siarczek 

di(n-propylu), siarczek di(n-butylu). 

- disiarczki: disiarczek węgla, disiarczek dimetylu, disiarczek di(n-propylu), 

disiarczek di(tert-butylu). 

- tiofen i alkilotiofeny: 2-metylotiofen, 3-metylotiofen, 2-etylotiofen. 

Wyposażenie: 

Chromatograf gazowy HP 6890 (Hewlett-Packard, USA) z detektorem PFPD 

model 5380 (OI Analytical), kolumna kapilarna do chromatografii gazowej 

60 m x 0,32 mm x 1,0 µm HP1 (Hewlett-Packard, USA). 

Metody postępowania: 

Sporządzenie mieszanin wzorcowych 

Wykonano szereg mieszanin wzorców związków siarki (zgodnie z analizowanymi 

grupami związków) w n-pentanie. Mieszaniny sporządzono w wyniku 

dodania do 10 ml n-pentanu za pomocą mikrostrzykawki 1 µl poszczególnych 

wzorców siarki, następnie mieszaniny były rozcieńczane w celu 

uzyskania stężeń związków siarki na poziomie 1 ppm. Mieszaniny wzorców 

były dozowane do kolumny kapilarnej gazowego chromatografu, w objętości 

0,2 µl w trybie „split” 100:1. 

Wyznaczenie wartości czasu retencji 

Średnie wartości czasu retencji wyznaczono na podstawie pięciu rozdzielań. 

Warunki chromatograficzne 

Tryb dozowania - split 100:1. Temperatura dozownika 300 o C. 

Przepływ gazu nośnego: 1,2 ml/min 

Program temperatury (1): 40 o C utrzymywana 7 minut - przyrost temperatury 

25°/min do temperatury końcowej 300 o C utrzymywanej 7 minut. 

32

Program temperatury (2): 40 o C utrzymywana 7 minut - przyrost temperatury 

5 o /min do 260 o C - przyrost 30 o /min do temperatury końcowej 300 o C utrzymywanej 

5 minut. 

Parametry pracy detektora PFPD 

Napięcie fotopowielacza – 600 V, Range - 10 µA/V, Natężenie prądu w zapalniku 

- 3,1 A 

Temperatura detektora - 220 o C 

Mieszanina w komorze spalania: 

• Wodór 21,0 psig 

• Powietrze 12,6 psig 

Gaz ściankowy: 

• Powietrze 14,8 psig 

Częstotliwość pracy PFPD – 3,57 Hz 

WYNIKI I DYSKUSJA 

Celem niniejszej pracy było zbadanie możliwości wyznaczenia zależności 

korelacyjnych wartości czasu retencji od właściwości fizykochemicznych 

poszczególnych grup związków siarkoorganicznych. 

Należy mieć świadomość, że zastosowanie korelacji wartości czasu 

retencji z masą cząsteczkową związku może mieć jedynie znaczenie uzupełniające 

względem korelacji z temperaturą wrzenia. Dla izomerów tego 

samego związku obliczona na podstawie zależności korelacyjnej z masą 

cząsteczkową wartość czasu retencji będzie taka sama, pomimo że w rzeczywistości 

osiągalne jest ich pełne rozdzielenie. 

W tabeli 1 zestawiono właściwości fizykochemiczne [12] i wyznaczone 

wartości czasu retencji dla analizowanych związków siarki dla dwóch wykorzystywanych 

programów temperatury. Jak wynika z otrzymanych wyników, 

zastosowana w pracy kolumna kapilarna z niepolarną fazą stacjonarną pozwala 

na elucję analitów zgodnie z ich temperaturą wrzenia. Stwierdzono 

jednak, w przypadku ditioli, wyjątki od tej reguły. 

Zastosowane programy temperatury (1) i (2) pozwoliły na elucję 

wszystkich analizowanych związków przed końcem gradientu temperatury. 

Dzięki takiemu doborowi programów temperatury czynnikiem różnicującym 

retencję na kolumnie była jedynie szybkość narostu temperatury - w programie 

(1) – 5 o C/minutę, a w (2) – 25 o C/minutę. Na podstawie danych zestawionych 

w tabeli 1, sporządzono wykresy 1 i 2 – przedstawiające uzyskaną 

zbieżność wartości czasu retencji z temperaturą wrzenia. Na 

wykresach widoczne są również odchylenia, które wykazuje retencja ditioli. 

33

Tabela 1. Zestawienie właściwości fizykochemicznych oraz wyznaczonych 

wartości czasu retencji 

Związek 

wartość czasu 

retencji 

program 

temperatury 

(1) 

R T [min] 

wartość czasu 

retencji 

program 

temperatury 

(2) 

R T [min] 

n-Tiole 

Temperatura 

wrzenia 

T w [°C] 

Masa cząsteczkowa 

M [g/mol] 

Etanotiol 8,486 8,797 35 62,13 

1-propanotiol 10,809 12,671 67,5 76,16 

1-pentanotiol 14,375 22,391 126 104,21 

1-heksanotiol 15,452 26,618 152 118,24 

1-heptanotiol 16,3 30,42 175 132,27 

1-dekanotiol 18,299 39,997 240 174,35 

Siarczki organiczne 

Siarczek dimetylu 8,845 9,308 38 62,13 

Siarczek dietylu 12,644 17,015 91 90,19 

Siarczek di(n-propylu) 15,195 25,395 142,5 118,24 

Siarczek di(n-butylu) 16,732 32,557 188,5 146,29 

Disiarczki organiczne 

Disiarczek dimetylu 13,343 18,848 109 94,2 

Disiarczek di(npropylu) 

16,963 33,236 195,5 150,31 

Siarczek di(tert-butylu) 17,148 34,008 200,5 178,36 

Disiarczek węgla 9,325 9,928 46 76,14 

Tiofen i alkilo-tiofeny 

Tiofen 12,051 15,47 84 84,14 

2-metylotiofen 13,841 20,371 113 98,17 

3-metylotiofen 13,947 20,695 115 98,17 

2-etylotiofen 14,977 24,448 133 112,19 

Ditiole 

1,2-etanoditiol 14,322 21,974 145 94,2 

1,3-propanoditiol 15,539 26,648 169 108,23 

1,4-butanoditiol 16,063 28,65 196 122,25 

34

Wykres 1. Zależność wartości czasu retencji od temperatury wrzenia dla analizowanych grup 

związków siarki. Program temperatury (1). 

Wykres 2. Zależność wartości czasu retencji od temperatury wrzenia dla analizowanych grup 

związków siarki. Program temperatury (2). 

Na podstawie otrzymanych wyników można stwierdzić, że w przypadku 

zastosowania mniejszego gradientu temperatury uzyskano lepszą zbieżność 

wartości czasu retencji z temperaturą wrzenia związków siarkoorganicznych. 

Jak widać na powyższych wykresach, ditiole wykazują znaczne 

odchylenia od przewidywanej uniwersalnej własności retencji stosowanej 

w pracy kolumny z niepolarną ciekłą fazą stacjonarną. 

Dla wszystkich związków, poza ditiolami, stwierdzono elucję zgodną 

z temperaturą wrzenia. Zestawienie kolejności elucji przedstawiono w tabeli 2. 

W tabeli zamieszczono przedział wartości czasu retencji, w zakresie którego 

eluowane są ditiole. W pozostałym zakresie kolejność elucji była zgodna 

z temperaturą wrzenia. 

35

Tabela 2. Zestawienie kolejności elucji analizowanych związków siarki dla 

programów temperatury (1) i (2) 

Program temperatury (1) Program temperatury (2) 

Związek 

T W [°C] 

R T [min] 

R T [min] 

Siarczek di(n-propylu) 142,5 15,195 25,395 

1,2-etanoditiol 145 14,322 21,974 

1-heksanotiol 152 15,452 26,618 

1,3-propanoditiol 169 15,539 26,648 

1-heptanotiol 175 16,3 30,42 

Siarczek di(n-butylu) 188,5 16,732 32,557 

Disiarczek di(n-propylu) 195,5 16,963 33,236 

1,4-butanoditiol 196,3 16,063 28,65 

Disiarczek 

di(n-tertbutylu) 

200,5 17,148 34,008 

Jak wynika z tabeli 2, niezgodność elucji z temperaturą wrzenia występuje 

dla 1,2-etanoditiolu i 1,4-butanoditiolu. Odchylenia odnotowane dla 

ditioli wynikają najprawdopodobniej z ich budowy, tj. obecności dwóch polarnych 

grup umiejscowionych symetrycznie po obu stronach łańcucha węglowego. 

W wyniku występowania grup -SH, oddziaływania z niepolarną fazą 

stacjonarną są ograniczone, co skutkuje niższą retencją. 

Korelacja wartości czasu retencji z temperaturą wrzenia i masą cząsteczkową 

poszczególnych grup związków siarki 

Analiza danych zestawionych tabeli 1 pozwoliła na zbadanie korelacji 

własności fizykochemicznych z wartościami czasu retencji. 

Jak przedstawiono na wykresach 1 i 2, wartości czasu retencji silnie 

korelują z temperaturą wrzenia (z analizy wyłączono ditiole). Wypadkowa 

krzywa wyznaczona na podstawie regersji liniowej dla zależności wartości 

czasu retencji od temperatury wrzenia analitów może, w zależności od zastosowanego 

programu temperatury, być opisana równaniem linii prostej: 

Program temperatury (1): 

R T = 0,0488T W + 7,7154, ze współczynnikiem korelacji R² = 0,961, 


R T = 0,1557T W + 2,8599, R² = 0,9976 

Analogiczna analiza wartości czasu retencji z masą molekularną wykazała 

dużo słabszą korelację: 


R T = 0,079M + 5,1492, R² = 0,874 


R T = 0,258M – 5,9755, ze współczynnikiem korelacji R² = 0,95, 

W tabeli 3 zestawiono wyniki analogicznej analizy, szczegółowo 

– w rozbiciu na poszczególne grupy związków siarki. 

36

Tabela 3. Porównanie korelacji wartości czasu retencji z temperaturą wrzenia 

(Tw) i masą cząsteczkową (M) dla poszczególnych grup związków siarki 

Disiarczki 

organiczne 

Grupa Program temperatury (1) Program temperatury (2) 

związków Równanie R 2 Równanie R 2 

n-Tiole 

R T = 0,0482T W + 7,5529 0,9658 R T = 0,1549Tw + 2,9245 0,9986 

R T = 0,0869M+ 4,2836 0,9268 R T = 0,2839 M - 8,0936 0,9905 

Siarczki organiczne 

R T = 0,0524Tw + 7,3318 0,9745 R T = 0,1553Tw + 3,213 0,9995 

R T = 0,0934 M + 3,6165 0,9641 R T = 0,2785 M - 7,9542 0,9992 

Bez uwzględniania disiarczku 

węgla: 

R T = 0,0417Tw + 8,7981 

Z uwzględnianiem disiarczku 

węgla: 

R T = 0,0494Tw + 7,3856 

1 

0,9886 

R T = 0,166Tw + 0,7586 

R T = 0,1574Tw + 2,3165 

1 

0,9986 

Bez uwzględniania disiarczku 

węgla: 

R T = 0,048 M + 9,0563 

Z uwzględnianiem disiarczku 

0,9181 

0,8683 

R T = 0,191 M + 1,7697 

R T = 0,2365 M - 5,5037 

0,9192 

0,9311 

węgla: 

R T = 0,0721 M + 5,203 

R T = 0,0599Tw + 7,0364 0,9994 R T = 0,1813Tw + 0,0814 0,9955 

Tiofen i alkilo-tiofeny 

R T = 0,1043M + 3,4633 0,9662 R T = 0,3201M - 11,175 0,9907 

Ditiole 

R T = 0,0336 Tw + 9,5924 0,9324 R T = 0,1288 Tw + 3,8413 0,9318 

R T = 0,0621 M + 8,5903 0,9499 R T = 0,238 M - 0,0022 0,9494 

Jak wynika z danych przedstawionych w tabeli 3 – wartości czasu retencji 

najsilniej korelują z temperaturą wrzenia analitów, a silniejszą korelację 

uzyskano dla programu temperatury (2). Wolniejszy narost temperatury 

pozwala na większe zróżnicowanie retencji poprzez lotność (temperaturę 

wrzenia) związków. 

Tym niemniej dla n-tioli i siarczków organicznych również w przypadku 

odniesienia wartości czasu retencji do masy cząsteczkowej uzyskano bardzo 

silną korelację – odpowiednio R 2 = 0,9905 i 0,9992. 

Dla disiarczków przeanalizowano korelację z i bez dwusiarczku węgla 

w serii danych. Wyniki wskazują, że retencja disiarczku nie koreluje z innymi 

disiarczkami. Wynika to najprawdopodobniej z innej budowy cząsteczki – 

centralnie zlokalizowanego atomu węgla w cząsteczce, a nie, jak ma to miejsce 

w pozostałych disiarczkach, w których centralnie zlokalizowane są dwa 

atomu siarki. Disiarczki wykazywały również najniższą z analizowanych grup 

korelację wartości czasu retencji z masą cząsteczkową. 

Dla ditioli lepszą korelację uzyskano dla zależności wartości czasu retencji 

od masy cząsteczkowej, dla programu temperatury (1). 

W przypadku uzyskania ściśle liniowej zależności czasu retencji od 

temperatury wrzenia, z dużym prawdopodobieństwem można przewidzieć/obliczyć 

z równania linii prostej czas retencji innych związków należących 

do tej samej grupy czy szeregu homologicznego. Poniżej w tabeli 4 zestawiono 

analizowane związki, ich własności fizykochemiczne oraz 

przewidywane wartości czasu retencji. Dla związków z grupy siarczków obliczono 

wartości czasu retencji zarówno dla symetrycznych siarczków, jak 

37

ównież dla niesymetrycznych. Wyniki uzyskane dla siarczków niesymetrycznych 

mogą być obarczone większym błędem w związku z możliwością 

występowania odstępstw od liniowości retencji w funkcji temperatury wrzenia 

wyznaczoanej dla siarczków symetrycznych – zakres posiadanych substancji 

wzorcowych nie pozwolił na empiryczną weryfikację tej hipotezy. 

Tabela 4. Zestawienie danych fizykochemicznych oraz obliczone wartości 

czasu retencji 

Grupa 

Tiole 

Nazwa związku 

T wrzenia 

[°C] 

Masa 

cząst. 

[g/mol] 

1-butanotiol 98 90 

1-oktanotiol 198 146 

1-nonanotiol 220 160 

1-undekanotiol - 188 - 

R T na podstawie 

temp. 

wrzenia 

[min] 

(Prog.Temp.1) 

12,28 

(Prog.Temp.2) 

18,10 

(1) 17,10 

(2) 33,59 

(1) 18,16 

(2) 37,00 

R T na podstawie 

ciężaru 

cząst. 

[min] 

(1) 12,10 

(2) 17,46 

(1)16,97 

(2) 33,36 

(1) 18,19 

(2) 37,33 

(1) 20,62 

(2) 45,28 

Różnica 

pomiędzy 

obliczoną 

wartością na 

podstawie 

Tw i M 

[s] 

10,31 

38,84 

7,53 

14,33 

1,84 

14,33 

- 

Etylometylo 

siarczek 

66,5 76,16 

(1) 10,82 

(2) 13,54 

(1) 10,73 

(2) 13,26 

5,19 

17,05 

Tert-butylometylo 

siarczek 

101,5 104,21 

(1) 12,65 

(2) 18,98 

(1) 13,35 

(2) 21,07 

41,95 

125,54 

Siarczek 

diizopropylu 

120 118,24 

(1) 13,62 

(2) 21,85 

X* - 

Siarczki 

Siarczek 

disec-butylu 

165 146,29 

(1) 15,98 

(2) 28,84 

X* - 

Siarczek 

diizoamylu 

215,35 174,35 

(1) 18,62 

(2) 36,66 

X* - 

Siarczek 

dipentylu 

210 174,35 

(1) 18,34 

(2) 35,83 

X* - 

Disiarczki 

Siarczek 

diheksylu 

230 202,4 

Dietylo disiarczek 152 122,25 

Dibutylo disiarczek 

331 178,36 

(1) 19,38 

(2) 38,93 

(1) 15,14 

(2) 25,99 

(1) 22,60 

(2) 55,70 

(1) 22,52 

(2) 48,41 

(1) 14,92 

(2) 25,12 

188,17 

568,93 

12,73 

52,27 

X* - 

* Dla tych związków nie obliczano wartości czasu retencji na podstawie wyznaczonych równań 

korelacyjnych, ponieważ związki te są izomerami związków, na podstawie których wyznaczno 

równanie. 

38

Przedstawione wyniki wskazują, w przypadku niektórych związków, na 

wysoką zbieżność wyznaczonych wartości czasu retencji, szczególnie dla 

krótszego programu temperatur (1) – w przypadku 1-nonanotiolu różnica 

pomiędzy wartościami wyznaczonymi na podstawie temperatury wrzenia 

i masy cząsteczkowej związku wyniosła 1,82 s, a etylo-metylo siarczku 

5,19 s. Stosunkowo dobrą zbieżność uzyskano dla 1-oktanotiolu (7,53 s). 

W programie temperatury (2) rozbieżności były nieco większe. W obu programach 

temperatury największą zbieżnością wyników charakteryzowały się 

te same związki. Największą rozbieżność uzyskano dla siarczku diheksylu 

(odpowiednio 188,17 s i 568,93 s), co może wynikać z faktu zastosowania 

ekstrapolacji poza zakres wyznaczonych korelacji. 

PODSUMOWANIE 

Przedstawione wyniki wskazują na możliwość wykorzystania metod 

korelacyjnych do dodatkowej identyfikacji analitów. We wszystkich analizowanych 

grupach związków, za wyjątkiem ditioli, stwierdzono kolejność elucji 

zgodną z temperaturą wrzenia analitów. W wielu przypadkach przedstawiona 

metoda dodatkowej identyfikacji może posłużyć jako cenne źródło informacji, 

np. do analiz GC-MS niezidentyfikowanych związków. 

PODZIĘKOWANIA 

Autorzy pragną podziękować Zarządowi i Pracownikom Lotos LAB 

Sp. z o.o. (Grupa LOTOS S.A.) za udostępnienie aparatury do badań. 

LITERATURA 

1. Pandey S.K., Kim K.H.: A Review of Methods for the Determination of 

Reduced Sulfur Compounds (RSCs) in Air. Environ. Sci. Technol. 2009, 

3020 (43). 

2. Huber J.F.K., Kenndler E., Reich G., Hack W., Wolf J.: Optimal Selection 

of Gas Chromatographic Columns for the Analytical Control of 

Chemical Warfare Agents by Application of Information Theory to Retention 

Data, Anal. Chem., 65 (1993), 2903-2900. 

3. Kim K.H., Jeon E.C., Choi Y.J., Koo Y.S.: The emission characteristics 

and the related malodor intensities of gaseous reduced sulfur compounds 

(RSC) in a large industrial complex. Atmos. Environ. 2006, 

4478 (40). 

4. Du H., Ring Z., Briker Y., Arboleda P.: Prediction of gas chromatographic 

retention times and indices of sulfur compounds in light cycle 

oil, Catalysis Today, 98 (2004), 217-225. 

5. Sinninghe Damsté J.S., Kock-Van Dalen A.C., De Leeuw J.W., 

Schenck P.A.: Identification of homologous series of alkylated thiophenes, 

thiolanes, thianes and benzothiophenes present in pyrolysates 

of sulphur-rich kerogens, J. Chromatogr. A, 435 (1988), 435-452. 

39

6. Schade T., Andersson J.T.: Speciation of alkylated dibenzothiophenes 

through correlation of structure and gas chromatographic retention indexes, 

J. Chromatogr. A, 1117 (2006) 206-213. 

7. Xua H.Y., Zoub J.W., Jiang Y.J., Hub G.X., Yu Q.S.: Quantitative structure–chromatographic 

retention relationship for polycyclic aromatic sulfur 

heterocycles, J. Chromatogr. A, 1198 (2008) 202-207. 

8. Miller K.E., Bruno T.J.: Isothermal Kova´ts retention indices of sulfur 

compounds on a poly(5% diphenyl–95% dimethylsiloxane) stationary 

phase, J. Chromatogr., 1007 (2003) 117-125. 

9. Can H., Dimoglo A., Kovalishyn V.: Application of artificial neural networks 

for the prediction of sulfur polycyclic aromatic compounds retention 

indices, Journal of Molecular Structure: THEOCHEM, 723 (2005) 

183-188. 

10. Engkvist O., Borowski P., Bemgard A., Karlstrom G., Lindh R., 

Colmsjo A.: On the Relation between Retention Indexes and the Interaction 

between the Solute and the Column in Gas-Liquid Chromatography, 

J. Chem. Inf. Comput. Sci., 36 (1996), 1153-1161. 

11. Mossner S.G., Lopez de Alda M.J., Sander L.C., Lee M.L., Wise S.A.: 

Gas chromatographic retention behavior of polycyclic aromatic sulfur 

heterocyclic compounds, (dibenzothiophene, naphtho[b]thiophenes, 

benzo[b]naphthothiophenes and alkylsubstituted derivatives) on stationary 

phases of different selectivity, J. Chromatogr. A, 841 (1999) 

207-228. 

12. www.sigmaaldrich.com 

40

Grzegorz BOCZKAJ 1 , Ewelina GILGENAST 1 , Paulina NOWICKA 1 , 

Andrzej PRZYJAZNY 2 , Marian KAMIŃSKI 1* 

1 

Politechnika Gdańska, Wydział Chemiczny, Katedra Inżynierii Chemicznej i Procesowej, 

80-233 Gdańsk, ul. Narutowicza 11/12, mknkj@chem.pg.gda.pl 

2 

Chemistry & Biochemistry Department, Kettering University, 

1700 West Third Avenue, Flint, MI 48504, USA. 

PROCEDURA PRZYGOTOWANIA PRÓBKI 

DO OZNACZANIA WIELOPIERŚCIENIOWYCH 

WĘGLOWODORÓW AROMATYCZNYCH 

W PRODUKTACH TECHNICZNYCH 

W pracy opisano nową metodę przygotowania próbki w celu oznaczania śladowych 

zawartości wielopierścieniowych węglowodorów aromatycznych (WWA) 

w wysokowrzących produktach naftowych. Wartości granicy oznaczalności dla badanych 

WWA w materiałach tego typu mieściły się w przedziale od kilkudziesięciu ng/kg 

do poniżej dwudziestu ug/kg. Badania wykazały, że w celu oddzielenia większości 

zanieczyszczeń od analitów, bez ich znaczących strat, konieczne jest, w pierwszym 

etapie przygotowania próbki, zastosowanie chromatografii wykluczania (ang. Size 

exclusion chromatography - SEC) w skali semipreparatywnej albo preparatywnej. 

W kolejnym etapie zastosowano chromatografię adsorpcyjną w układzie faz normalnych, 

korzystnie, także w skali semipreparatywnej lub preparatywnej. Zastosowanie 

procedury rozdzielania ortogonalnego opisanego w pracy pozwala na wyizolowanie 

z badanego materiału jedynie grupy niepodstawionych węglowodorów aromatycznych 

w ściśle określonym zakresie masy molekularnej. Im niższa jest wymagana 

granica oznaczalności (LOQ) WWA, tym większą skalę preparatywnej chromatografii 

cieczowej należy zastosować w obu etapach wzbogacania próbki. Korzystne jest 

również zastosowanie metody dodatku wzorca, zapewniające analizę ilościową, skorygowaną 

o stopień odzysku WWA podczas etapu przygotowania próbki. Oznaczenie 

końcowe może być wykonane techniką HPLC-FLD albo GC-MS, przy czym 

w przypadku przygotowania próbki z zastosowaniem kolumn do preparatywnej 

chromatografii cieczowej, można do identyfikacji śladowych zawartości WWA, a także 

do wykonania oznaczenia, zastosować detektor UV-VIS/DAD, otrzymując widma 

UV-VIS oznaczanych analitów i dodatkową możliwość ich identyfikacji na tej podstawie. 

WSTĘP 

Przygotowanie próbki w celu oznaczenia śladowych zawartości analitów 

w złożonych matrycach na ogół zawiera dwa etapy: ekstrakcję analitów 

lub ekstrakcję z matrycy, a następnie oczyszczanie [1]. Pierwszy etap ma na 

celu selektywną izolację analitów z jednoczesnym uproszczeniem matrycy. 

Najczęściej wykorzystywane w tym celu procedury to ekstrakcja ciecz-ciecz, 

adsorpcja-desorpcja, hydroliza (np. zmydlanie) i precypitacja. Ekstrakcję 

można przeprowadzać poprzez kompleksowanie analitów, w celu uzyskania 

różnicy w rozpuszczalności pomiędzy frakcją izolowaną a matrycą. Etap 

41

wzbogacania/oczyszczania jest często wykonywany z wykorzystaniem ekstrakcji 

do fazy stałej (SPE, ang. Solid Phase Extraction). 

W pracy opisano nową procedurę, pozwalającą na oznaczanie WWA 

w złożonych matrycach tj. frakcje wysokowrzących produktów naftowych 

(pozostałość próżniowa, asphalt). Wielopierścieniowe węglowodory aromatyczne 

mogą powstawać podczas procesów produkcji/destylacji wysokowrzących 

produktów naftowych w wyniku krakingu termicznego. Oznaczanie 

WWA w produktach naftowych, jak również innych produktach, jest ważne 

w związku z ich karcinogenną i teratogenną naturą oraz wszechobecnością 

w środowisku, związaną z emisją pyłów, spalania paliw i innych rodzajów 

zanieczyszczeń. Problem oznaczania WWA na niskim poziomie stężeń jest 

coraz bardziej znaczący z uwagi na ostatnie ograniczenia prawne dotyczące 

maksymalnej dopuszczalnej zawartości WWA w różnych produktach. Przykładowo, 

w 2006 roku NIOSH przyjął limit zawartości wynoszący 10 ug/kg 

dla WWA i 1 ug/kg dla benzo [a] pirenu w produktach technicznych. 

Główny problem stanowi oznaczanie zawartości WWA na niskich lub 

śladowych poziomach stężeń w skomplikowanych matrycach zawierających 

WWA podstawione grupami alifatycznymi i alicyklicznymi. 

Standardowa metoda oznaczania zawartości frakcji policyklicznych 

związków aromatycznych, w tym WWA, została opisana przez Institute of 

Petroleum w normie IP346, która jest szeroko stosowana na całym świecie 

[2]. Procedura opiera się na oznaczaniu grawimetrycznym frakcji rozpuszczalnej 

w sulfotlenku dimetylowym (DMSO) w temperaturze pokojowej. Tym 

niemniej procedura nie jest dostatecznie selektywna do efektywnego przygotowania 

próbki produktów naftowych w celu oznaczania śladowych zawartości 

WWA, ponieważ przygotowany ekstrakt zawiera zbyt wiele węglowodorów 

aromatycznych. 

Literatura fachowa opisuje wykorzystanie w celu przygotowania próbki 

chromatografii wykluczania (SEC). To podejście pozwala na izolację frakcji 

o określonym zakresie masy molekularnej. SEC znalazła wiele zastosowań 

w przygotowaniu próbki do oznaczania wielu niskomolekularnych zanieczyszczeń, 

tj. pestycydy, pozostałości leków i WWA w żywności, produktach 

naftowych, próbkach środowiskowych i wielu innych matrycach [3-5]. Nerin 

i Domeño stosowali chromatografię żelową podczas etapu przygotowania 

próbki do oznaczania zawartości WWA w przemysłowych olejach odpadowych 

[6]. Wyizolowana frakcja nadal zawierała jednak lipidy o niskich masach 

cząsteczkowych. 

Technika ekstrakcji do fazy stałej (SPE, ang. Solid Phase Extraction) 

jest szeroko wykorzystywana w przygotowaniu próbki do oznaczania WWA, 

szczególnie w wodzie pitnej [7-9]. Technika SPE znalazła również zastosowanie 

przy oznaczaniu WWA w smole koksowniczej, co opisano w polskiej 

normie PN-C-82056 [10]. Wykorzystuje się szklaną kolumnę wypełnioną aktywowanym 

tlenkiem glinu oraz żelem krzemionkowym, a do elucji frakcji 

zawierającej WWA stosuje się benzen. Alternatywnie stosuje się procedury, 

w których fazę stacjonarną stanowi Florisil lub Sphadex LH-20 i odpowiednio 

benzen lub metanol jako eluent. Nerín and Domeño używali pakowanych ko- 

42

lumn szklanych wypełnionych tlenkiem glinu oraz mieszaniny heksanu 

i dichlorometanu (95:5 v/v) jako eluentu, w celu oczyszczenia frakcji uzyskanej 

z chromatografii wykluczania [6]. Tym niemniej metody wykorzystujące 

adsorpcję w sposób „klasyczny”, ze szklanymi kolumnami o niskiej sprawności 

są żmudne, czasochłonne oraz charakteryzują się niską dokładnością 

i precyzją. Również wysokie zużycie toksycznych rozpuszczalników oraz 

wymagane każdorazowe wypełnianie kolumn porcją aktywowanego sorbentu 

stanowi o minusach tych metod. 

W literaturze technicznej istnieją także procedury przygotowania 

próbki oparte na zastosowaniu techniki SPE do wyodrębnienia grupy WWA 

z ropy naftowej. Proponuje się zastosowanie Florisilu, jako fazy stacjonarnej 

i heksanu jako eluentu [11]. Technika SPE z zastosowaniem mikrokolumienek 

ma wiele zalet, do najistotniejszych należą: znaczne zredukowanie ilości 

używanych rozpuszczalników, prostota wykonania, a także łatwość automatyzacji 

(połączenie on-line z HPLC lub GC). Jednakże w przypadku próbek o 

skomplikowanej matrycy pojawia się problem niskiego stopnia odzysku analitów 

oraz małej powtarzalności rezultatów, wywołane nieselektywną oraz 

niecałkowitą desorpcją. Niska sprawność kolumienek SPE powoduje nakładanie 

się frakcji składników przeszkadzających w analizie na frakcję analitów, 

szczególnie w przypadku bardzo złożonej matrycy. 

Wady kolumienek SPE oraz klasycznych kolumn szklanych nasuwają 

wniosek, że techniką potencjalnie zdolną do zapewnienia zadowalającego 

stopnia rozdzielania grupowego skomplikowanych mieszanin może być 

technika wysokosprawnej chromatografii cieczowej w układzie faz normalnych 

(NP-HPLC). Fazy stacjonarne w układach faz normalnych stosowanych 

w wysokosprawnej chromatografii cieczowej (NP-HPLC) do rozdzielania 

grupowego produktów naftowych to przede wszystkim: żel krzemionkowy, 

tlenek glinu [12-14], mieszanina żelu krzemionkowego [13] i tlenku glinu [14], 

Florisil [15] i fazy związane, takie jak: żel krzemionkowy modyfikowany grupami 

cyjanopropylowymi (CN) [16], aminopropylowymi (NH 2 ) [17] i okadecylowymi 

(C18) [18]. 

Saravanabhavan i wsp. zaproponowali metodykę przygotowania 

próbki do jednoczesnego oznaczenia niepodstawionych i podstawionych 

łańcuchami alkilowymi WWA w „ciężkich” olejach napędowych (o temperaturze 

wrzenia 287-481 o C). Pierwszym etapem analizy była precypitacja parafiny, 

a następnie podzielenie pozostałej frakcji na 5 grup z wykorzystaniem 

techniki adsorpcyjnej chromatografii cieczowej w układzie faz normalnych. 

Poszczególne grupy węglowodorów aromatycznych oznaczano następnie 

z wykorzystaniem techniki chromatografii cieczowej w układzie faz odwróconych 

(19). Na początku lat 80. Wise i wsp. (20-21) zaproponowali wykorzystanie 

HPLC w układzie faz normalnych na etapie przygotowania próbki do 

oznaczania śladowych zawartości WWA w omułkach. 

Zastosowanie techniki NP-HPLC podczas drugiego etapu przygotowania 

próbki powinno zapewnić dobrą powtarzalność wyników, możliwość zastosowania 

przepływu zwrotnego eluentu w kolumnie chromatograficznej oraz 

możliwość monitowania procesu chromatograficznego z pomocą detektora. 

43

Nasze badania wstępne wykazały brak w normach i w literaturze naukowej 

efektywnych procedur przygotowania próbki do analizy śladowych 

zawartości WWA w wysokowrzących produktach naftowych. Zastosowanie 

w tym celu dotychczas opisanych procedur przygotowania próbki do oznaczania 

WWA okazało się całkowicie nieskuteczne. 

W odróżnieniu od efektywnych metod przygotowania próbki, metodyka 

końcowego oznaczania WWA jest stosunkowo dobrze opanowana pod 

warunkiem, że próbka nie zawiera praktycznie pochodnych alifatycznych 

i alicyklicznych WWA. Można wtedy zastosować albo metody znormalizowane 

[7, 9], albo ich modyfikacje, opisane w literaturze naukowej. Obecnie najczęściej 

stosowanymi technikami są: chromatografia gazowa sprzężona ze 

spektrometrią mas (GC-MS) lub z detektorem płomieniowo-jonizacyjnym 

(GC-FID), albo wysokosprawna chromatografia cieczowa z detekcją fluorescencyjną 

(RP-HPLC/FLD). Możliwość jednoczesnej identyfikacji WWA, 

kosztem jednak wyższej granicy oznaczalności (LOQ), daje zastosowanie 

detektora UV z matrycą fotodiodową (RP-HPLC/UV-DAD). Rozdzielanie 

WWA techniką HPLC wykonuje się w warunkach układu faz odwróconych. 

Fazą stacjonarną jest z reguły oktadekan, związany z żelem krzemionkowym 

(średnica ziaren wypełnienia 3 µm albo 5 µm), natomiast fazą ruchomą mieszaniny 

acetonitrylu (AcCN) albo metanolu (MeOH) z wodą w różnych proporcjach. 

Elucję wykonuje się zwykle w sposób gradientowy. Najnowszym 

rozwiązaniem jest detekcja za pomocą spektrometru mas (LC-MS). W literaturze 

brakuje jednak danych dotyczących zależności granicy oznaczalności 

analitów z grupy WWA od warunków przygotowania próbki oraz warunków 

oznaczania i detekcji. Ten problem będzie przedmiotem kolejnej pracy, będącej 

obecnie w przygotowaniu. 

W konsekwencji opracowano nową, dwuetapową procedurę przygotowania 

próbki, z wykorzystaniem najpierw - kolumnowej chromatografii wykluczania 

(GPC/SEC) i kolejno - rozdzielania grupowego z zastosowaniem 

elucyjnej, kolumnowej chromatografii cieczowej w układzie faz normalnych 

(NP-HPLC), która jest przedmiotem niniejszej pracy. 

CZĘŚĆ EKSPERYMENTALNA 

Materiały 

Rozpuszczalniki i eluenty wykorzystane w pracy miały czystość odpowiednią 

do pracy z HPLC. Roztwory wzorcowe sporządzono w oparciu 

o substancje wzorcowe o czystości powyżej 98%. Próbki asfaltów i produktów 

z destylacji ropy naftowej wyprodukowane w Grupie LOTOS S.A.. 

Kolumny chromatograficzne i kolumienki SPE: Kolumny preparatywne 

250x25 mm LiChrogel PSMIX, 10 μm, (MERCK, Niemcy), 200x16.8 mm 

Lichrosorb Si60, 10 μm, (MERCK, Niemcy); Kolumny analityczne 250x4.6 mm 

Spherisorb PAH, 5 μm, kolumienka typu SPE z wypełnieniem Florisil – 1000 mg 

(Macherey – Nagel, Niemcy). 

44

Aparatura i wyposażenie: 

• Gradientowy chromatograf cieczowy LaChrom (Merck-Hitachi, Niemcy) 

wyposażony w czterokanałowy system elucji gradientowej z zaworami 

proporcjonującymi (tzw. gradient niskociśnieniowy), pompę L-6200, zawór 

dozujący Rheodyne Rh-7725i z pętlą dozującą 100 μl, kolumnę 

chromatograficzną, termostat, detektor UV - DAD 7450A, detektor fluorescencyjny 

F 1050, oprogramowanie HSM oraz, dodatkowo, w sześciodrogowy 

dwupołożeniowy zawór V 7226 (Knauer, Niemcy), do zmiany 

kierunku przepływu fazy ruchomej w kolumnie (backflash); 

• Gradientowy chromatograf cieczowy (Merck-Hitachi) wyposażony w czterokanałowy 

system elucji gradientowej z zaworami proporcjonującymi 

(tzw. gradient niskociśnieniowy), pompę L-6200, zawór dozujący Rheodyne 

Rh-7161 z pętlą dozującą 1 ml, kolumnę chromatograficzną, termostat, 

detektor UV - DAD L-3000, detektor refraktometryczny 1037A, 

oprogramowanie HSM oraz, dodatkowo, w sześciodrogowy dwupołożeniowy 

zawór V 7226 (Knauer, Niemcy), do zmiany kierunku przepływu fazy 

ruchomej w kolumnie (backflash); 

• Zestaw do odparowywania nadmiaru rozpuszczalnika w strumieniu azotu, 

w skład którego wchodzą: butla z gazem obojętnym (N2), pokrywa firmy 

J.T. Baker wykonana z poliamidu wyposażona w igły oraz podłączenie 

gazu; 

METODYKA 

Izolacja frakcji (grupy) o niskim zakresie masy cząsteczkowej 

Zastosowano preparatywną kolumnę typu PS MIX (250x25 mm, d p = 

= 10 μm), dichlorometan, jako eluent oraz szeregowo połączone detektory: 

refraktometryczny i UV - DAD. Granice elucji grupy WWA wyznaczono 

w oparciu o wartości czasu retencji koronenu i benzenu. Roztwór asfaltu 

w dichlorometanie zmieszano w stosunku objętościowym 1:1 z roztworem 

wzorców koronenu i benzenu o stężeniu 0,025 g/ml w dichlorometanie. Rozdzielaniu 

w warunkach wykluczania poddano roztwór asfaltu z i bez dodatku 

wzorców benzenu i koronenu. Wszystkie mieszaniny rozdzielano w temperaturze 

20 o C. Objętościowe natężenie przepływu fazy ruchomej wynosiło 

4,5 ml/min, objętość dozowana 550 μl. W zakresie elucji koronenu oraz benzenu 

zbierano niskomolekularną frakcję zawierającą anality z grupy WWA 

mogące potencjalnie występować w badanym materiale. 

Izolacja frakcji (grupy) w zakresie polarności WWA techniką wysokosprawnej 

chromatografii cieczowej w układzie faz normalnych 

(NP-HPLC) 

Frakcję uzyskaną w warunkach wykluczania odparowano do sucha 

w strumieniu azotu. Suchą pozostałość rozpuszczono w 550 µl n-heksanu 

i poddano analizie z wykorzystaniem techniki wysokosprawnej, adsorpcyjnej 

chromatografii cieczowej w warunkach układu faz normalnych. Zastosowano 

preparatywną kolumnę wypełnioną żelem krzemionkowym oraz szeregowo 

45

połączone detektory UV-DAD (długość fali λ = 254 nm) i refraktometryczny. 

Granice elucji analitów z grupy WWA wyznaczono w oparciu o czas elucji 

koronenu i benzenu. W zakresie elucji początku piku koronenu oraz końca 

piku benzenu (w czasie 6,5÷8,4 od momentu dozowania) zbierano odpowiednią 

frakcję. Temperatura: 20 o C, eluent: n-heksan. Objętościowe natężenie 

przepływu fazy ruchomej - 4,5 ml/min, objętość dozowana 500 μl. Po 

czasie 10 min przełączono zawór przepływu zwrotnego (backflush), zapewniając 

w ten sposób elucję z kolumny wszystkich wielopierścieniowych węglowodorów 

aromatycznych przed przełączeniem zaworu przepływu zwrotnego 

i umożliwiono elucję wszystkich wysokopolarnych składników próbki 

silnie sorbowanych na powierzchni fazy stacjonarnej w warunkach przepływu 

zwrotnego, w postaci pojedynczego piku. 

Izolacja frakcji (grupy) w zakresie polarności WWA techniką ekstrakcji 

do fazy stałej (SPE) 

Frakcję uzyskaną w warunkach chromatografii wykluczania odparowano 

do sucha w strumieniu azotu. Suchą pozostałość rozpuszczono 

w 550 µl n-heksanu i poddano adsorpcji z zastosowaniem techniki SPE. 

Etap ten realizowano zgodnie z procedurą opisaną w aplikacji Macherey- 

Nagel (11). W badaniach zastosowano kolumienki SPE wypełnione Florisilem 

(180 µl frakcji adsorbowano na 1 g Florisilu). Kolumienki uprzednio kondycjonowano 

20 ml metanolu, suszono, a następnie kondycjonowano 20 ml 

n-heksanu i ponownie suszono. Anality ze złoża sorbentu eluowano za pomocą 

25 ml n-heksanu. Uzyskaną w ten sposób frakcję - po wymianie rozpuszczalnika, 

z jednoczesnym zatężeniem - poddawano analizie chromatograficznej 

(punkt II. 2. 4). 

Rozdzielanie, identyfikacja i oznaczanie zawartości WWA techniką wysokosprawnej 

chromatografii cieczowej w układzie faz odwróconych 

(RP-HPLC) 

Frakcję wzbogaconą w anality z grupy WWA uzyskaną zgodnie 

z metodyką przygotowania próbki opisaną w punktach II. 2. 1, II. 2. 2, II. 2. 3 

odparowano do sucha w strumieniu azotu. Suchą pozostałość rozpuszczono 

w 70 μl acetonitrylu. W badaniach zastosowano dwa szeregowo połączone 

detektory: UV-DAD (w zakresie długości fali 220÷450 nm) oraz fluorescencyjny. 

Długość fali wzbudzenia λ ex wynosiła 275 nm, natomiast długość fali 

emisji λ em – 375 nm (dla naftalenu, acenaftenu, fluorenu i fenantrenu), a następnie 

410 nm (dla pozostałych analitów z grupy WWA). Temperatura: 

20°C; objętościowe natężenie przepływu fazy ruchomej: 1 ml/min; objętość 

dozowana: 50 μl. Warunki rozdzielania zamieszczono w tabeli 1. 

Tabela 1. Warunki rozdzielania zastosowane do końcowego oznaczania 

WWA 

Kolumna chromatograficzna 

Spherisorb PAH, 5μm, 250x4.6mm i.d. 

Eluent / Program elucji 

0-40min ACN:H 2 O=80:20 v/v 

40,1-70min ACN 

46

Identyfikacji WWA dokonano na podstawie: 

• Porównania czasu retencji odpowiednich pików na chromatogramach 

z wartością czasu retencji substancji wzorcowych 

• Porównania widm w zakresie 220 nm do 450 nm, w tym długości fali 

maksimum widm poszczególnych pików z widmami wzorców WWA. 

Kalibrację zawartości WWA wykonano metodą krzywej kalibracyjnej 

(external standard method) w oparciu o sygnał detektora UV-DAD oraz 

fluorescencyjnego. W przypadku kalibracji na podstawie sygnału detektora 

UV-DAD program długości fali był następujący: 270 nm dla naftalenu, 

315 nm - acenaftylen, 265 nm - acenaften i fluoren, 254 nm – fenantren, 

antracen i fluoranten, 270 nm - piren, 285 nm - benzo(a)antracen i chryzen, 

287 nm - benzo(b)fluorantenu, 293 nm - benzo(k)fluorantenu, benzo(a)pirenu, 

290 nm - dibenzo(a,h)antracen, indeno(1,2,3-cd)piren, 

benzo(g,h,i)perylen, benzo(e)piren, benzo(j)fluoranten. Wykonano 

5-punktowe krzywe kalibracyjne o stężeniach poszczególnych związków 

z grupy WWA w zakresie: 50÷1000 ng/ml – dla detektora UV-DAD oraz 

0,5÷32,0 ng/ml - dla detektora fluorescencyjnego. Podczas analizy próbek 

rzeczywistych po zakończeniu elucji analitów z grupy WWA kolumnę 

przełączano do trybu elucji wstecznej. 

Wyznaczenie stopnia odzysku analitów z grupy WWA zawartych 

w badanych materiałach 

Do roztworu asfaltu drogowego 50/70 o stężeniu 0,05 g/ml w dichlorometanie 

dodano 10 µl roztworu mieszaniny wzorców WWA o stężeniu 

200 μg/ml w dichlorometanie. Następnie próbki przygotowano zgodnie 

z procedurą przygotowania próbki opisaną w punktach II. 2. 1, II. 2. 2, II. 2. 3. 

Stopień odzysku wyznaczono z zależności: 

R = C i (kal.) / C i (rzecz.) x 100% 

gdzie: 

C i (kal.) - stężenie i-tego analitu wyznaczone w oparciu o krzywą kalibracyjną, 

C i (rzecz.) - stężenie rzeczywiste i-tego analitu, który został wprowadzony do 

analizowanego roztworu. 

Jako granicę oznaczalności (LOQ) przyjęto stężenie odpowiadające 

5-krotności poziomu szumów detektora pomniejszone o wartość stopnia odzysku. 

Każdy eksperyment, którego rezultat został zamieszczony w pracy, 

był wykonywany co najmniej dwukrotnie. Przedstawione wyniki są wartościami 

średnimi. 

47


Chromatografia wykluczania w skali preparatywnej (P-GPC/P-SEC) jako 

pierwszy etap przygotowania próbki do analizy śladowych zawartości 

WWA w materiałach naftowych 

W pierwszym etapie przygotowania próbki wykorzystano technikę 

chromatografii wykluczania w celu selektywnego wydzielenia frakcji, potencjalnie 

zawierającej WWA i różniącej się masą molekularną od zdecydowanej 

większości pozostałych składników niskolotnych produktów naftowych. 

Etap ten umożliwił oczyszczenie próbki ze składników produktów naftowych 

o wyższych masach cząsteczkowych niż WWA, eluowanych wcześniej niż 

WWA. Zakres elucji grupy WWA wyznaczono posługując się mieszaniną koronenu 

oraz benzenu. Koronen posiada masę molekularną nieco wyższą 

(C 24 H 12 , M = 300Da) od masy molekularnej związków należących do grupy 

WWA (dibenzo(a,h)antracen C 22 H 14 posiada najwyższą masę molekularną 

w obrębie grupy WWA i wynosi ona 278 Da). Natomiast benzen (M C 6 H 6 = 

= 78 Da), wyznacza dolną granicę elucji, jego masa molekularna jest niższa 

od naftalenu (M C 10 H 28 , M = 128 g/mol). W celu obniżenia granicy oznaczalności 

WWA powiększono skalę procesu przygotowania próbki poprzez zastosowanie 

preparatywnej kolumny do chromatografii wykluczania (d c = 

= 25 mm, L c = 250 mm, d p = 10 µm). Zastosowanie chromatografii w skali 

preparatywnej umożliwiło wyizolowanie w jednym etapie rozdzielania znacznie 

większych ilości frakcji bogatej w anality z grupy WWA, niż by to było możliwe 

z zastosowaniem kolumny analitycznej. Na rysunku 1 przedstawiono przykłady 

chromatogramów obrazujących efekt rozdzielania w warunkach chromatografii 

wykluczania roztworu asfaltu drogowego 50/70 – Grupa LOTOS S.A. 

z (rys. 1A) i bez (rys. 2A) dodatku wzorców koronenu i benzenu). 

Rysunek 1. Przykład chromatogramów otrzymanych podczas przygotowania próbki asfaltu drogowego 

50/70, z dodatkiem (część A) i bez dodatku (część B) roztworu wzorca benzenu i koronenu 

w warunkach rozdzielania z zastosowaniem preparatywnej kolumny wykluczania. Kolumna: 

preparatywna PS-MIX o wymiarach 250x25 mm, 10 μm, Eluent: dichlorometan, 

Objętościowe natężenie przepływu: 4,5 ml/min., Objętość dozowana: 550 µl, Detektor: RID, 

Oznaczenia: 1 - komponenty asfaltu, 2 - benzen+koronen; strzałkami zaznaczono zakres zbierania 

frakcji zawierającej WWA 

48

Na podstawie rys. 1 można stwierdzić, że w tym etapie przygotowania 

próbki wyizolowana frakcja bogata w anality z grupy WWA została pozbawiona 

zasadniczej części wysokomolekularnych składników asfaltu. Komponenty 

wyizolowane w tym etapie przygotowania próbki to WWA, inne węglowodory 

oraz substancje organiczne zawierające różnego rodzaju 

podstawniki o masach molekularnych zbliżonych do WWA. 

Podczas pierwszego etapu przygotowania próbki do analizy śladowych 

zawartości WWA wykorzystano jako fazę stacjonarną kopolimer styren - diwinylobenzen 

o ściśle określonym zakresie wielkości porów – od 50 do 50000 Å. 

Ze względu na znaczny koszt preparatywnej kolumny chromatograficznej 

z wypełnieniem styren - diwinylobenzen podjęto próbę zastąpienia tej 

fazy stacjonarnej tradycyjnymi fazami stacjonarnymi dla układu faz normalnych, 

bądź odwróconych. Aby wyeliminować oddziaływania sorpcyjne i zapewnić 

mechanizm wykluczania, dla każdej ze stosowanych kolumn wykorzystano 

fazy ruchome o bardzo wysokich siłach elucyjnych. Zbadano 

możliwość zastosowania do przygotowania próbki faz stacjonarnych: CN, 

DIOL, NH 2 z polarnymi fazami ruchomymi, takimi jak: dichlorometan: metanol 

1:1, tetrahydrofuran:metanol 7:3 oraz fazę stacjonarną typu C18 z niepolarną 

fazą ruchomą, taką jak n-heksan. Badania wykonano w skali kolumn 

analitycznych. Na podstawie tych badań można stwierdzić, że mimo zastosowania 

eluentu o wysokiej sile elucyjnej nie udało się wyeliminować oddziaływań 

sorpcyjnych między fazą stacjonarną stosowaną w warunkach NP 

a polarnymi, niskocząsteczkowymi komponentami badanych materiałów 

oraz analogicznie między fazą stacjonarną stosowaną w warunkach RP 

a niepolarnymi komponentami badanych materiałów. W obu wariantach (fazy 

stacjonarne typu NP oraz RP) podobną jak benzen i koronen objętością 

elucji charakteryzowała się duża część wyżej molekularnych składników badanych 

materiałów. Świadczy to o mieszanym mechanizmie rozdzielania, 

mimo stosowania eluentów o wysokich siłach elucji. Konieczne jest więc zastosowanie 

kopolimeru styren – di winylobenzen, jako fazy stacjonarnej do 

przygotowania próbki w warunkach wykluczania. 

Adsorpcja w układzie faz normalnych jako kolejny etap przygotowania 

próbki do analizy śladowych zawartości WWA w materiałach naftowych 

Zastosowanie chromatografii wykluczania jako etapu przygotowania 

próbki do analizy śladowych zawartości WWA w materiałach technicznych 

okazało się niewystarczające. We frakcji uzyskanej w warunkach chromatografii 

wykluczania znajdowała się ogromna ilość substancji o masie zbliżonej 

do masy WWA, i o podobnej albo wyższej polarności. To uniemożliwia wykonanie 

oznaczenia końcowego z zastosowaniem RP-HPLC. Do dalszego 

oczyszczania próbki wykorzystano adsorpcję. Potencjalnie możliwe jest również 

zastosowanie techniki ekstrakcji do fazy stałej (SPE), albo w warunkach 

układu faz odwróconych, albo w warunkach układu faz normalnych (rozdzielania 

grupowe pod względem polarności grup funkcyjnych). W przypadku bardzo 

skomplikowanego składu pozostałej jeszcze we frakcji uzyskanej w warunkach 

wykluczania matrycy analitycznej lepszym rozwiązaniem wydaje się 

49

zastosowanie techniki kolumnowej chromatografii cieczowej niż SPE. Jest to 

rozwiązanie bardziej kosztowne i trudniejsze do automatyzacji, jednak zapewnia 

wyższą selektywność rozdzielania i znacznie lepszą powtarzalność rezultatów. 

Dodatkowo, dzięki stosowaniu detektora (refraktometr, fluorescencyjny, 

UV) istnieje możliwość precyzyjnego wyznaczenia zakresu elucji interesującej 

frakcji. Zastosowanie, natomiast kolumny semipreparatywnej albo preparatywnej 

zapewnia możliwość obniżenia granicy oznaczalności. 

Na rysunku 2 przedstawiono przykład typowego chromatogramu 

oczyszczania frakcji asfaltu 50/70 bogatej w WWA uzyskanej w warunkach 

wykluczania i rozdzielania w kolejnym etapie przygotowania próbki, z wykorzystaniem 

adsorpcji w warunkach układu faz normalnych. 

Rysunek 2. Przykład chromatogramów otrzymanych podczas II etapu przygotowania próbki 

z zastosowaniem techniki NP-HPLC w skali preparatywnej dla roztworu wzorców benzenu i koronenu 

(część A) oraz dla frakcji asfaltu 50/70, uzyskanej w warunkach chromatografii wykluczania (część B). 

Kolumna: preparatywna o wymiarach 200 x 16,8 mm, 10 µm, wypełniona żelem krzemionkowym 

Si60, Eluent: n-heksan, Objętościowe natężenie przepływu: 4,5 ml/min, Objętość dozowana: 500 µl, 

Detektor: UV 254 nm, Oznaczenia: 1 - benzen, 2 - koronen, 3, 4 - komponenty produktów naftowych, 

odpowiednio niżej i wyżej polarne, BF - punkt przełączenia zaworu przepływu zwrotnego eluentu 

w kolumnie, strzałkami zaznaczono zakres zbierania frakcji 

Jak widać z rys. 2B, we frakcjach uzyskanych w warunkach chromatografii 

wykluczania znajduje się znaczna ilość polarnych substancji o niskich 

masach molekularnych, które byłyby eluowane z większym albo znacznie 

większym czasem retencji, z powodu wyższych energii oddziaływań z powierzchnią 

fazy stacjonarnej, a dzięki zastosowaniu przepływu zwrotnego są 

eluowane w postaci pojedynczego piku o czasie dwukrotnie wyższym od 

punktu backflushu. Substancje te mogą także zostać wyeluowane z kolumny 

chromatograficznej w warunkach elucji skokowej z zastosowaniem fazy ruchomej 

o wyższej od n-heksanu sile elucyjnej. W przypadku zastosowania 

elucji skokowej należy liczyć się ze znaczną czasochłonnością etapu rekondycjonowania 

aktywności sorpcyjnej kolumny chromatograficznej w warunkach 

50

układu NP, tj. doprowadzenia powierzchni sorpcyjnej do stanu równowagi 

z rozpuszczalnikiem o niskiej sile elucyjnej. W konsekwencji zastosowanie 

przepływu zwrotnego eluentu w kolumnie chromatograficznej okazało się postępowaniem 

znacznie korzystniejszym, tym bardziej że znaczną część eluentu 

można zawrócić. Możliwe jest też zwiększenie natężenia przepływu eluentu 

w okresie trwania przepływu zwrotnego, co umożliwia skrócenie czasu elucji 

zwrotnej. Należy dodać, że stosowanie przepływu zwrotnego jest skuteczne 

tylko w przypadku zastosowania bardzo dobrze wypełnionych stabilnych kolumn 

chromatograficznych HPLC. 

W tabeli 2 zestawiono wartości stopni odzysku analitów z grupy WWA 

uzyskane przy zastosowaniu opisanej w tej pracy dwuetapowej procedury 

przygotowania próbki, z zastosowaniem chromatografii wykluczania - 

w pierwszym etapie oraz kolejno adsorpcji w warunkach układu faz normalnych 

- w drugim etapie, realizowanego techniką NP-HPLC lub SPE. 

Na podstawie danych zawartych w tabeli 2 widać, że z zastosowaniem 

chromatografii wykluczania - w pierwszym etapie oraz adsorpcji w warunkach 

układu faz normalnych - w drugim etapie, z wykorzystaniem wysokosprawnych 

kolumn chromatograficznych uzyskuje się zadowalające, 

przekraczające 80% wartości stopnia odzysku (za wyjątkiem składników lotnych, 

tzn. naftalenu, acenaftenu, acenaftylenu i fluorenu). 

Tabela 2. Zestawienie wartości stopni odzysku (R) analitów z grupy WWA 

Techniki stosowane podczas przygotowania próbki 

Analit 

I etap / II etap 

I etap / II etap 

GPC/NP-HPLC 

GPC/NP-SPE 

R [%] 

n=3 

RSD 

[%] 

R [%] 

n=3 

RSD 

[%] 

naftalen ? ? ? ? 

acenaften ? ? ? ? 

acenaftylen ? ? ? ? 

fluoren 58 2,0 11 5,0 

fenantren 85 3,6 12 7,3 

antracen 96 3,3 15 4,0 

fluoranten 87 2,8 22 4,2 

piren 94 3,1 46,6 9,6 

benzo(a)antracen 100 5,0 42 7,1 

chryzen 100 3,9 38 4,3 

benzo(j)fluoranten 92 2,5 52 7,0 

benzo(e)piren 98 2,7 37 9,4 

benzo(b)fluoranten 100 3,4 56 4,1 

benzo(k)fluoranten 94 2,8 57 7,1 

benzo(a)piren 100 4,1 66 4,7 

dibenzo(a,h)antracen 100 3,9 46 10,2 

indeno(1,2,3-cd)piren 91 3,0 48 9,7 

benzo(g,h,i)perylen 100 3,5 39 5,1 

? – W związku ze znaczną lotnością tych WWA (sublimacja), wartości stopni odzysku tych analitów, 

najczęściej nieobecnych w badanych materialach, są niskie – na poziomie od 7-25 %, zależnie 

od warunków zastosowanych podczas odparowywania poprzedniego eluentu; Wykonanie 

rzetelnego oznaczenia tych analitów wymaga zastosowania metody dodatku wzorca. 

51

Próbka (50 mg) + dichlorometan (1 ml) 

Filtracja (0,45 μm, PTFE) 

Chromatografia 

wykluczania w skali preparatywnej 

Frakcjonowanie 

Wysokomolekularne 

komponenty badanych 

materiałów 

Niskomolekularne komponenty 

badanych materiałów 

Odparowanie do sucha i rozpuszczenie 

w 550 μl n-heksanu 

Adsorpcja w warunkach układu 

faz normalnych 

NP-HPLC (wyższy stopień odzysku 

i lepsza powtarzalność) 

SPE (wyższy stopień odzysku 

i gorsza powtarzalność) 

Frakcjonowanie 

Niskopolarne 

składniki o masach zbliżonych do WWA 

Wysokopolarne składniki 

o niskich masach molekul. 

Odparowanie do sucha – N 2 i rozpuszcz. 

w AcCN-RP-HPLC / CS 2 GC-MS 

Rysunek 3. Schemat procedury przygotowania próbki do oznaczania WWA 

w materiałach technicznych zaproponowany w niniejszej pracy 

52

Zastosowanie NP-HPLC w drugim etapie przygotowania próbki prowadzi 

do znacznie wyższych wartości stopni odzysku. Niższe wartości stopni odzysku 

analitów z grupy WWA uzyskane podczas realizacji adsorpcji techniką SPE spowodowane 

są najprawdopodobniej niższą sprawnością kolumienek SPE w stosunku 

do kolumn chromatograficznych i nakładaniem się frakcji analitów na frakcje 

składników bardziej polarnych. Ograniczeniem zaprezentowanej metodyki jest 

brak możliwości oznaczania lotnych węglowodorów - naftalenu, acenaftenu i acenaftylenu. 

Wynika to z konieczności wykonywania wymiany rozpuszczalnika po 

każdym etapie przygotowania próbki. Na rys. 3 zamieszczono blokowy schemat 

2-etapowej procedury przygotowania próbki do oznaczania śladowych zawartości 

WWA w materiałach technicznych, opisanej w niniejszej pracy. 

Wyniki końcowego oznaczenia zawartości WWA techniką RP-HPLC 

Oznaczenia końcowego WWA dokonano, posługując się zmodyfikowaną 

procedurą opisaną w normie PN-EN ISO 17993 [7]. Celem modyfikacji było rozszerzenie 

zakresu zastosowań procedury opisanej w normie o dodatkowe 

2 węglowodory – benzo(j)fluoranten oraz benzo(e)piren, których dopuszczalny 

poziom stężeń w materiałach technicznych jest również limitowany przepisami 

prawnymi. Dodatkowym argumentem dla stosowania warunków elucji skokowej 

było dążenie do maksymalizacji powtarzalności wartości czasu retencji, który 

w przypadku stosowania detektora fluorescencyjnego jest parametrem identyfikacyjnym. 

Powtarzalność czasu retencji jest wyższa w warunkach elucji skokowej 

niż gradientowej, co wynika z ciągle jeszcze niedoskonałej synchronizacji 

cyklicznej pracy zaworów proporcjonujących pomp, w aparatach HPLC z tzw. 

niskociśnieniowym systemem gradientowym. Optymalizacji poddano typ fazy 

stacjonarnej, skład fazy ruchomej oraz program elucji. Najkorzystniejsze okazało 

się zastosowanie wypełnienia Spherisorb PAH oraz elucji skokowej z mieszaniną 

acetonitrylu i wody, jako fazy ruchomej. Granice oznaczalności, uzyskane 

w warunkach badań tej pracy z zastosowaniem detektora 

fluorescencyjnego albo detektora UV-DAD, przedstawiono w tabeli 3. 

Tabela 3. Zestawienie granic oznaczalności analitów z grupy WWA w asfalcie 

Analit RP-HPLC-UV-DAD [ppb] RP-HPLC-FLD [ppb] 

Fluoren 18,82 2,12 

Fenantren 4,17 0,09 

Antracen 2,08 0,22 

Fluoranten 21,84 0,20 

Piren 13,83 0,05 

Benzo(a)antracen 8,00 0,23 

Chryzen 6,00 0,04 

Benzo(j)fluoranten 38,04 7,05 

Benzo(e)piren 53,06 1,03 

Benzo(b)fluoranten 34,31 7,31 

Benzo(k)fluoranten 32,98 0,27 

Benzo(a)piren 33,00 0,23 

Dibenzo(a,h)antracen 24,75 1,32 

Indeno(1,2,3-cd)piren 37,36 0,89 

Benzo(g,h,i)perylen 51,96 10,02 

53

Rysunek 4. Chromatogramy detektora UV-DAD z programowaniem długości fali (część A) i detektora 

fluorescencyjnego, (część B) otrzymane podczas rozdzielania 18 wzorców WWA (A) 

i (B) oraz podczas oznaczania frakcji zawierającej WWA otrzymanej dla asfaltu drogowego 

50/70, zgodnie z procedurą przygotowania próbki opisaną w pracy (część C); Warunki rozdzielania 

w tabeli 1. Warunki detekcji – patrz „Metodyka”; Piki chromatograficzne: 1 - naftalen, 

2 - acenaftylen, 3 - acenaften, 4 - fluoren, 5 - fenantren, 6 - antracen, 7 - fluoranten, 8 - piren, 

9 - benzo(a)antracen, 10 - chryzen, 11 - benzo(b)fluoranten, 12 - benzo(k)fluoranten, 13 - benzo(a)piren, 

14 - dibenzo(a,h)antracen, 15 - indeno(1,2,3-cd)piren, 16 - benzo(g,h,i)perylen, 

17 - benzo(j)fluoranten, 18 - benzo(e)piren, 19 - wysokopolarne składniki asfaltu 50/70 eluowane 

w przepływie zwrotnym, BF - punkt przełączenia zaworu przepływu zwrotnego eluentu w kolumnie. 

54

WNIOSKI KOŃCOWE 

Praca prezentuje metodykę przygotowania próbki niskolotnych produktów 

naftowych, szczególnie pochodzących z destylacji próżniowej, do 

oznaczania śladowych zawartości WWA. 

Stosowanie techniki chromatografii wykluczania z zastosowaniem kolumny 

HPLC w skali preparatywnej jako I etapu przygotowania próbki do 

analizy śladowych zawartości WWA w produktach naftowych jest konieczne, 

ale niewystarczające. 

Zastosowanie, dodatkowo, etapu adsorpcji w warunkach układu faz 

normalnych w drugim etapie przygotowania próbki zapewnia możliwość 

oznaczenia bardzo niskich zawartości WWA z dobrym i powtarzalnym stopniem 

odzysku. 

Badania wykazały, że podczas pierwszego etapu przygotowania 

próbki nie ma możliwości zastąpienia wypełnienia w postaci kopolimeru styren 

– diwinylobenzen, tradycyjnymi fazami stacjonarnymi, stosowanymi 

w warunkach NP lub RP. 

Korzyści wynikające z zastosowania techniki NP-HPLC podczas drugiego 

etapu przygotowania próbki to: 

- wysoka sprawność i dobra powtarzalność sprawności i selektywności 

kolumn chromatograficznych (znacznie lepsza niż kolumienek 

SPE); 

- możliwość monitorowania przy użyciu detektora (refraktometr, detektor 

UV albo fluorescencyjny) zakresu zbierania frakcji; 

- możliwość zastosowania przepływu zwrotnego eluentu w kolumnie 

chromatograficznej do elucji składników wysoko polarnych, co zapewnia 

skrócenie czasu trwania analizy i zachowanie stałej aktywności 

sorpcyjnej kolumny; 

- wyższy stopień odzysku analitów z grupy WWA i niższe wartości 

RSD. 

W celu obniżenia granicy oznaczalności podczas obu etapów przygotowania 

próbki celowe jest powiększenie skali przygotowania próbki poprzez 

zastosowanie techniki preparatywnej chromatografii cieczowej (PLC). 

Końcowe oznaczenie WWA dokonano techniką RP-HPLC z detekcją 

UV-DAD oraz fluorescencyjną. 

LITERATURA 

1. Moret S., Conte L.S.: J. Chromatogr. A 2000, 882, 245-253. 

2. Standard IP 346/92, Determination of polycyclic aromatics in unused 

lubricating base oils and asphaltene free petroleum fractions - Dimethyl 

sulphoxide extraction refractive index method. 

3. Furusawa N., Ozaki A., Nakamura M., Morita Y., Okazaki K.: J. Chromatogr. 

A 1999, 830, 473-476. 

4. Rimkus G.R., Rummler M., Nausch I.: J. Chromatogr. A 1996, 737, 

9-14. 

55

5. Venkatesan M.I., Northrup T., Phillip Ch.R.: J. Chromatogr. A 2002, 

942, 223-230. 

6. Nerin C., Domeno C.: The Analyst 1999, 124, 67-70. 

7. Polish standard PN–EN ISO 17993 “Jakość wody. Oznaczanie 15 Wielopierścieniowych 

węglowodorów aromatycznych (WWA) w wodzie metodą 

HPLC z detekcją fluorescencyjną po ekstrakcji ciecz-ciecz” (Water 

quality. Determination of 15 polycyclic aromatic hydrocarbons (PAHs) in 

water using HPLC with fluorimetric detection following liquid-liquid extraction). 

8. Chen Y., Zhu L., Zhou R.: J. Hazard. Mater. 2007, 141, 148-155. 

9. Pillai I., Ritchie L., Heywood R., Wilson G., Pahlavanpour B., Setford 

S., Saini S.: J. Chromatogr. A 2005, 1064, 205-212. 

10. Polish standard PN–C–82056: 2000, Produkty węglopochodne – Oznaczanie 

zawartości wielopierścieniowych węglowodorów aromatycznych 

(WWA) w smole koksowniczej metodą cieczowej chromatografii kolumnowej 

(Coal derived products – Determination of the content of polycyclic 

aromatic hydrocarbons (PAHs) in high-temperature tar by column 

liquid chromatography). 

11. Macherey – Nagel, SPE Application Guide, Germany 2006. 

12. Snyder L.R.: Anal. Chem. 1961, 33, 1527-1532. 

13. Lancas F.M., Carniho E., Deane G.H.N., Camilo M.C.F.: HRC 1989,12, 

368-395. 

14. Rashid H.A., Fakhn N.A., Dekran S.B., Abdulla N.I.: Fuel Sci. Technol. 

Int. 1989, 7, 281-289. 

15. Aceves M., Grimalt J., Albaiges J., Broto F., Comellas L.: Gassiot M., 

J. Chromatogr. 1988, 436, 503-515. 

16. Baumeister W., Zens B., Viene O., Fresenius Z.: Anal Chem. 1989, 

333, 710-718. 

17. Karlesky L., Rollie M.E., Warner M.: Anal. Chem. 1989, 58, 1187- 1193. 

18. Obuchi A., Aoyama H., Obuchi H.:, J. Chromatogr. 1984, 312, 247-258. 

19. Saravanabhavan G., Helferty A., Hodson P.V., Brown R.S.: J. Chromatogr. 

A. 2007, 1156, 124-133. 

20. Wise S.A., Chesler S.N., Hertz H.S., May W.E., Guenther F.R., 

Hilpert L.R.: Analytical Techniques for Sample Preparation (1980) 41. 

21. Wise S.A., Chesler S.N., Hertz H.S., Hilpert L.R., May W.E., 

Parris R.M.: Anal. Chem., 52 (1980) 1828. 

56

Andrzej BYLINA 1 , Marian KAMIŃSKI 2 

1 

emeryt TZF POLFA S.A., 03-176 Warszawa, ul. Fleminga 2, 

2 

Politechnika Gdańska, Wydział Chemiczny, 80-2333 Gdańsk, ul. Narutowicza 11/12 

Adresy do korespondencji: 

Andrzej Bylina, 


ul. Siwińskiego 3 m 16 ul. Narutowicza 11/12 

05-120 LEGIONOWO 80-233 GDAŃSK 

e-mail: andrzej.bylina@gmail.com 

e-mail: mknkj@chem.pg.gda.pl 

Tel. (22) 7749349 Tel. (58) 3471729, albo 601401824 

PREPARATYWNA CHROMATOGRAFIA CIECZOWA, 

PODSTAWOWE ZASADY EFEKYTYWNEGO STOSOWANIA, 

ELEMENTY PRAKTYKI 

Preparatywna chromatografia cieczowa jest techniką używaną do wyodrębniania 

pojedynczej, lub kilku substancji z mieszaniny kilku, albo bardzo wielu substancji, 

szczególnie o bardzo zbliżonych strukturach molekularnych, w tym, także do 

rozdzielania i otrzymywania izomerów optycznych. W pracy zamieszczono ogólne 

zasady optymalnego stosowania. Szczególną uwagę zwrócono na wybór sorbentu, 

ekonomię i problem rozpuszczalności próbki. Te problemy zostały opisane w oparciu 

o rzeczywiste procedury rozdzielania, stosowane w praktyce w laboratorium przemysłu 

farmaceutycznego. 

Słowa kluczowe: preparatywna chromatografia cieczowa, zasady ogólne stosowania, 

dobór sorbentu, rozpuszczalność próbki. 

PREPARATIVE LIQUID CHROMATOGRAPHY, PRINCIPLES 

AND EXAMPLES OF APPLICATION IN PRACTICE 

Preparative liquid chromatography has been used as a tool for isolation of pure 

substances from a crude material first of all for separation of very complex mixtures 

and mixtures of similar compounds, e.g. isomers, optical isomers etc.. The general 

principles of PLC application, sorbent selection, economy and sample solubility 

problems are described based on the fragments of the real experiments and procedures. 

Key words: preparative liquid chromatography, general principles of application, sorbent 

selection, sample solubility. 

WSTĘP 

Teoria preparatywnej chromatografii, została sformułowana wiele lat 

temu. Podstawy tej dziedziny zawarte są w godnej polecenia monografii [1]. 

Jest też kilka innych publikacji o fundamentalnym znaczeniu, a wśród nich 

prace Hupe i Lauera [2]. Z polskich autorów należy wymienić, nieżyjących 

57

już - inicjatora rozwoju polskiej aparatury i opracowania metod wykorzystania 

preparatywnej chromatografii cieczowej, prof. Jerzego S. Kowalczyka [3] 

i dr Barbarę Śledzińską [4]. 

Ogólne zasady postępowania w celu maksymalizacji efektywności 

wykorzystania chromatografii do rozdzielania i otrzymywania użytkowych ilości 

substancji, w tym, szczególnie substancji o aktywności farmaceutycznej, 

zostały m.in. opisane w cytowanych powyżej pracach [1-6]. Najważniejsze 

wnioski tam zawarte można streścić w następujący sposób: 

- Produktywność kolumn o jednakowej długości jest proporcjonalna do powierzchni 

przekroju poprzecznego wypełnienia. Stąd n-krotne zwiększenie 

średnicy kolumny powoduje ok. n 2 -krotny wzrost produktywności. 

- Ze względów ekonomicznych wszystkie parametry procesu rozdzielania 

należy optymalizować w skali kolumny modelowej o średnicy dc 4-8 mm, 

o długości (Lc) i wypełnionej takim samym sorbentem, jak kolumna preparatywna. 

W warunkach kolumny modelowej należy dobrać optymalnie: 

układ chromatograficzny, tzn. rodzaj fazy stacjonarnej i skład eluentu, 

długość kolumny (Lc), wielkość ziaren wypełnienia (dp), prędkość przepływu 

eluentu (u), objętość dozowania (Vinj), stężenie roztworu dozowanego 

(Cinj), rodzaj rozpuszczalnika wsadu (najkorzystniejsze jest stosowanie 

eluentu jako rozpuszczalnika wsadu), punkty kolekcji frakcji, 

zapewniające określoną czystość produktu, a także warunki detekcji zapewniające 

wystarczającą czułość oraz liniowość odpowiedzi detektora. 

- Najważniejsze znaczenie dla uzyskania wysokiej produktywności kolumny 

ma maksymalizacja selektywności układu chromatograficznego przy 

jak najwyższej sprawności kolumny oraz utrzymanie wartości współczynnika 

retencji rozdzielanych składników szybciej eluowanych z kolumny 

– w zakresie od 1 do 5 oraz składników najpóźniej eluowanych z kolumny 

– w zakresie od 5 do 12; 

- Należy preferować elucję izokratyczną, tzn. z zastosowaniem eluentu 

o stałym składzie. Tylko w przypadku rozdzielania peptydów i białek, konieczne 

jest z reguły wykorzystywanie elucji gradientowej, ponieważ elucja 

izokratyczna nie zapewnia najczęściej dostatecznej selektywności 

rozdzielania tych substancji. 

- Gdy to tylko możliwe, należy dążyć do stosowania warunków, tzw. przeładowania 

stężeniowego kolumny (wysokie stężenie i mała objętość dozowania), 

a nie objętościowego (niskie stężenie i wysoka objętość dozowania, 

konieczne niestety, gdy rozpuszczalność rozdzielanych substancji 

w eluencie jest bardzo niska). Korzystny jest więc taki dobór eluentu, aby 

był on dobrym rozpuszczalnikiem wszystkich składników wsadu do kolumny 

i najkorzystniej jest dozować mieszaninę substancji rozdzielanych 

rozpuszczoną w eluencie. 

- W praktyce istnieje optymalna wartość długości kolumny preparatywnej 

(Lc) oraz linowej prędkości przepływu eluentu (u), zapewniająca maksymalną 

produktywność kolumny preparatywnej. Optymalna wartość Lc jest 

tym mniejsza, a optymalna prędkość przepływu eluentu oraz produktywność 

kolumny, a także konieczne maksymalne ciśnienie pompowania 

58

eluentu - tym większe, im mniejsza jest średnica ziaren wypełnienia kolumny. 

W dalszej części niniejszej pracy opisano kilka problemów praktycznych 

związanych z optymalnym stosowaniem cieczowej chromatografii preparatywnej 

do rozdzielania i otrzymywania czystych substancji i podano 

optymalne, uzyskane w rezultacie badań, ich rozwiązania. 

Każde zadanie zaczynające się od słów „należy wyodrębnić …, o czystości 

nie gorszej niż …”, posiada wiele uwarunkowań lokalnych, poczynając 

od szczegółów syntezy, własności wyodrębnianej substancji, po warunki 

techniczne, jakimi dysponuje zamawiający opracowanie. Wspomaganie 

komputerowe doświadczeń [8, 9] oraz ocena elementów ekonomicznych 

chromatograficznego procesu przemysłowego [10] są niezbędne przy realizacji 

postawionego zadania. Celem niniejszej pracy jest zwrócenie uwagi na 

niektóre elementy postępowania (dobór sorbentu, rachunek ekonomiczny) 

i trudności, z jakimi spotyka się eksperymentator (np. słaba rozpuszczalność 

składników próbki (wsadu)). W opisie przytoczono niektóre wyniki uzyskane 

w praktyce. 

Pierwsze polskie wdrożenia 

Dr B. Śledzińska i współpracownicy [4,7] opracowali optymalne warunki 

technologii otrzymywania lanatozydu C z ekstraktu alkoholowego digitalis 

lanata (z brunatnicy wełnistej), a potem proscylarydyny otrzymywanej 

z ekstraktu alkoholowego, z tzw. cebuli morskiej. Obie technologie zostały 

wdrożone i stosowane w latach 80. ubiegłego wieku w KZF POLFA w Kutnie. 

Warto przy tym zwrócić uwagę, że zastosowano wówczas chromatografię 

w układzie faz normalnych z dynamicznie generowaną fazą stacjonarną 

bogatą w wodę. „Nośnik” stanowił żel krzemionkowy typu H60, a fazę ruchomą 

mieszanina metanolu i chlorku metylenu w stosunku objętościowym 

94/6, zawierającą ok. 0.12% wody (poniżej granicy rozpuszczalności wody 

w układzie CH 2 Cl 2 -MeOH). W tych warunkach ma miejsce kondensacja kapilarna 

roztworu wody i metanolu w porach wypełnienia kolumny i typowe warunki 

chromatografii podziałowej [4]. Tego typu układy chromatograficzne 

charakteryzują się szczególnie wysoką pojemnością sorpcyjną i wysoką wydajnością 

kolumny. Są też one szczególnie odporne na występujące w śladowych 

stężeniach zanieczyszczenia wsadu, silnie sorbowane do powierzchni 

żelu krzemionkowego. Są szczególnie przydatne do rozdzielania 

i otrzymywania, także w skali procesowej, glikozydów i alkaloidów. 

Buprenorfina 

Należało odzyskać cenny produkt - buprenorfinę (lek przeciwbólowy), 

a także nieprzereagowany cenny substrat z mieszaniny poreakcyjnej, gdy 

w czasie reakcji pojawiły się produkty rozkładu buprenorfiny (MS). Podczas 

jednego rozdzielania i wyodrębniania, z zastosowaniem odpowiedniej kolumny 

preparatywnej, zdołano otrzymać 1500 mg czystego krystalicznego 

produktu w pierwszej zebranej frakcji oraz czysty substrat reakcji, zawarty 

59

w drugiej frakcji. Nie była to ogromna masa, ale był to surowiec na prawie 

4000 tabletek leku (WZF POLFA). 

2-CDA 

Wilgotne kryształy o brunatnym zabarwieniu były surowcem, z którego 

po syntezie [11] wyodrębniano czystą substancję nazywaną w skrócie 

2-CDA (2-chlorodeoxyadenozyna, lek przeciw białaczce kosmatokomórkowej). 

Wykorzystano kolumnę produkcji Merck (Niemcy) o wymiarach 

Lc x dc – 20 x 5 cm, wypełnioną sferycznym sorbentem C18, o ziarnie 

dp = 7 µm. W fazie ruchomej (ACN / MeOH / bufor), używanej do oznaczeń 

analitycznych, zamieniono bufor fosforanowy o pH = 2.50 na roztwór H 2 SO 4 

w wodzie o takim samym pH. Wyniki rozdzielania wykonanego w warunkach 

braku przeładowania kolumny (w warunkach „analitycznych”) z zastosowaniem 

kolumny preparatywnej (dozowanie 3 ml roztworu, zawierającego 

30 mg surowca rozpuszczonego w fazie ruchomej, przepływ 30 ml/min, detekcja 

254 nm), były następujące: zanieczyszczenie 1 (k 1 = 3.8, N 1 = 11560), 

zanieczyszczenie 2 (k 2 = 6.27), 2-CDA (k 3 = 7.67, α 32 = 1.22), dalsze zanieczyszczenia 

k>15. Po symulacjach z wykorzystaniem programu Craiga ustalono 

optymalne warunki rozdzielania preparatywnego (w warunkach stężeniowego 

przeładowania kolumny). Wykonano następującą procedurę: do 

kolumny dozowano roztwór wsadu o objętości 2.6 V 0 , tzn. 2.6-krotność tzw. 

objętości martwej kolumny (500 ml surowca rozpuszczonego w wodzie, 

w tym około 5 g 2-CDA), z kolei, po wprowadzeniu mieszaniny substancji 

zaadsorbowanych na powierzchnię wypełnienia kolumny, procedura elucji 

była następująca: 7.7 V 0 fazy ruchomej, 1.5 V 0 metanolu (tzw., „mycie” kolumny, 

tzn. elucja silnie sorbowanych zanieczyszczeń wsadu w formie jednej 

strefy), 1.5 V 0 (reaktywacja zdolności sorpcyjnej kolumny z zastosowaniem 

eluentu). W opisanym postępowaniu, po wprowadzeniu do kolumny rozdzielanego 

roztworu (wsadu), ciśnienie w układzie wzrastało powoli od poziomu 

800 psig, nie przekraczając dopuszczalnej dla kolumny wartości 1400 psig, 

aż do momentu, gdy zanieczyszczenie 1 opuściło kolumnę. W wycieku z kolumny 

(eluacie) można było zauważyć „nietrwałą mgiełkę” wytrąconej substancji. 

Po tym momencie ciśnienie szybko wracało do pierwotnego poziomu. 

Było to następstwo „szoku stężeniowego” wywołanego zmianą fazy 

wodnej, którą stanowił roztwór dozowany do kolumny, na duże stężenie rozdzielanych 

substancji w fazie ruchomej, przewyższające stężenie roztworu 

nasyconego. Wystąpiła krystalizacja, jednak nie blokująca całkowicie kolumny 

chromatograficznej. 

Frakcja główna była kierowana na grawitacyjną kolumnę jonitową. 

Odkwaszony roztwór służył do wyodrębnienia czystej substancji (odzysk 

> 90%, zanieczyszczenia poniżej 0.2% ww.). Wydajność procesu chromatograficznego: 

3 g krystalicznej substancji 2-CDA/godz. lub 4.5 g podczas 

każdego cyklu rozdzielania. Wartość dwóch chromatograficznych rozdzielań 

zwracała zakup kolumny. Obecnie parametry tego procesu chromatograficznego 

są już inne, składniki fazy ruchomej zostały zastąpione innymi substancjami, 

wydajność jest nieco mniejsza, zaś ryzyko niepowodzenia pod- 

60

czas rozdzielania zostało sprowadzone do minimum, a 2-CDA służy do wytwarzania 

leku (BIOTON). 

Analog prostaglandyny 

Z zastosowaniem siedmiu wybranych sorbentów (handlowe analityczne 

kolumny wypełnione 5 μm sorbentem, w tym przypadku pełniące funkcję 

kolumn modelowych), przeprowadzono pomiar współczynników pojemnościowych 

produktu i najbliższych sąsiadujących zanieczyszczeń (z1, z2), wyliczono 

selektywność kolumny (α), sprawność badanych kolumn (N) oraz 

oceniono względną pojemność sorbentów w stosunku do produktu (k 2X /k 2G ). 

Pomiary prowadzono stosując wcześniej dobraną fazę ruchomą w układzie 

faz normalnych (NP). Przy doborze składu fazy ruchomej obserwowano 

zmniejszanie się selektywności rozdzielania ze wzrostem udziału moderatora 

fazy. Wyniki pokazano w tabeli 1. 

Tabela 1. Badanie sorbentów 

Kolumna 

analityczna 

wypełniona 

sorbentem 

k 1 

z1 

k 2 

produkt 

k 3 

z2 

α 21 α 32 N 2 

Względna 

pojemność 

A (silica gel) 12.25 13.66 16.17 1.12 1.18 8900 2.28 

B (silica gel) 7.40 8.14 9.56 1.10 1.17 6500 1.36 

C (silica gel) 9.42 10.32 12.19 1.096 1.18 8100 1.73 

D (silica gel) 8.94 9.74 11.53 1.089 1.18 9000 1.63 

E (silica gel NH 2 ) 10.13 11.17 12.62 1.10 1.13 10500 1.87 

F (silica gel CN) 4.36 4.85 5.37 1.11 1.11 12300 0.81 

G (silica gel) 5.27 5.98 6.88 1.14 1.15 10200 1.00 

Im mniejsza selektywność sorbentu tym mniejsza wydajność otrzymywania 

czystej substancji. Im większe k-tym większe zużycie fazy ruchomej. 

Wybrano kolumnę analityczną wypełnioną sorbentem G i wykonano 

chromatogram w warunkach przeładowania kolumny. Dozowano 500 µL roztworu 

surowca (10 mg/mL) w heptanie. Każde dozowanie zostało poprzedzone 

dozowaniem do kolumny 500 μl czystego heptanu, przepływ fazy ruchomej 

0.5 ml/min, chromatograf Shimadzu LC-6A pracował w warunkach 

izokratycznych. Na rysunku 1 pokazano chromatogram z tego doświadczenia. 

Zebrano frakcję główną poczynając od maksimum piku do 1/3 wysokości 

rejestrowanego piku. Odebrany roztwór został poddany pomiarom HPLC 

na rutynowej kolumnie analitycznej i kolumnach stereospecyficznych z uwagi 

na strukturę analogu prostaglandyny. Dalsze doświadczenia były prowadzone 

na większej kolumnie wypełnionej 5 µm sorbentem G. 

61

Rysunek 1. Preparatywny chromatogram surowca po syntezie analogu prostaglandyny wykonany 

z zastosowaniem kolumny analitycznej (modelowej) wypełnionej 5 µm sorbentem G 

AZT 

Przykładem opisu doboru warunków i oceny wielkoskalowego procesu 

wyodrębniania na kolumnie 10x25 cm było otrzymanie AZT (azydotymidyna, 

lek o działaniu anty-HIV) z surowca po syntezie, zawierającego ok. 90% 

AZT. Doświadczenia wykonano z wykorzystaniem kolumny mikropreparatywnej 

1x25 cm wypełnionej sorbentem sferycznym DAISOGEL C8, 

o dp = 13 µm, firmy DAISO CO LTD, na chromatografie Shimadzu LC-6A 

oraz BIO-RAD, z fazą ruchomą MeOH/H 2 O = 20/80 (v/v). Planowanie rozdziałów 

preparatywnych było poprzedzone wyliczeniami opartymi na modelu 

idealnej chromatografii. Na rys. 2 przedstawiono chromatogram z analitycznym 

naniesieniem wykonany na mikropreparatywnej kolumnie (20 µl wodnego 

roztworu surowca o stężeniu 10 mg/ml, roztwór prawie nasycony). 

Porównanie chromatogramów uzyskanych z analitycznego i preparatywnego 

naniesienia wykonanych na tej samej kolumnie przedstawiono na 

rys. 3. Oba chromatogramy są tak złożone, że czasy końca zastrzyku są 

wspólne. Tam, gdzie znajduje się koniec etapu dozowania, pojawia się w kolumnie 

chromatograficznej prawie zerowe stężenie substancji i ten punkt 

„wędruje” wzdłuż kolumny tak samo wolno jak strefa substancji dozowana 

w warunkach braku przeładowania. Oba takie punkty opuszczają kolumnę 

w tym samym czasie liczonym od końca czasu dozowania mieszaniny do kolumny. 

62

Rysunek 2. Chromatogram AZT po syntezie, kolumna 1x25 cm, faza ruchoma 

MeOH/H 2 O = 20/80, przepływ 1.2 ml/min, detekcja 265 nm, ciśnienie ok. 3 bary, V 0 = 12.76 ml, 

chromatografia izokratyczna do 140 minuty, potem 20-minutowa elucja gradientowa do 100% 

MeOH i dalej 100% MeOH. 

Rysunek 3. Chromatogram preparatywny (a) i analityczny (b) zostały tak zestawione, aby pokrył 

się czas końca dozowania. Przepływ 2.5 ml/min, detekcja 300 nm (a), 265 nm (b), ciśnienie 

około 17 bar, objętość dozowania V inj = 80 ml (800 mg) (a), V inj = 20 µl (0.2 mg) (b). Regenerację 

kolumny (a) włączono około 107 minuty. 

63

Opracowana procedura miała następujące parametry: przepływ 

5 ml/min, długość fali detekcji 300 nm, cienienie około 35 bar, objętość dozowania 

V inj = 120ml (V inj /V 0 = 9.40, czas iniekcji 24 min, masa 1200 mg, 

120 mg surowca na 1 g sorbentu). Objętość fazy ruchomej pompowana do 

wystąpienia frontu piku AZT wynosiła 25 ml (V front /V 0 = 1.96, czas 5 min). 

Frakcję główną odbierano pomiędzy absorbancją 2.56 (sygnał detektora poza 

zakresem pomiarowym), a absorbancją 0.5 (koniec frakcji). Była to objętość 

V frakcja = 69 ml (V frakcja /V 0 = 5.4, czas 13.8 min). Regeneracja kolumny: 

26 ml MeOH (V MeOH /V 0 = 2.04, czas 5.2 min), regeneracja wodą: 13 ml 

(V H2O /V 0 = 1.02, czas 2.6 min). Całkowity czas rozdzielania z regeneracją 

kolumny wynosił 51 minut. Po odparowaniu do sucha frakcji głównej i po 

krystalizacji pozostałości z wody, uzyskano 1.02 g AZT. 

Wykonano 5 różnych chromatogramów, a ich wyniki posłużyły do wyznaczenia 

pojemności stężeniowej kolumny C 0 [M]. Posłużono się zależnością opisującą 

w modelu idealnej chromatografii czas pojawienia się frontu przeładowanego 

piku (rys. 3): 

t 

front 

t 

0 

= 1+ 

v 

inj 

+ g 

front 

(1) 

oraz zależnością wiążącą bezwymiarową masę m inj dozowanego AZT 

z współczynnikiem pojemnościowym g front charakteryzującym położenie frontu 

piku AZT na chromatogramie pojedynczej substancji w przypadku izotermy 

Langmuira: 

m 

inj 

C 

[ M ] ⋅V 

inj inj 

= cinj 

⋅ vinj 

= 

= 1 

0 

C [ M ] ⋅V0 

− 

g 

k 

front 

AZT 

(2) 

Wyniki zestawiono w tabeli 2 i na rysunku 4. Wyznaczona metodą najmniejszych 

kwadratów stężeniowa pojemność kolumny wynosi C 0 = 0.78 [M], a to 

oznacza, że 1 litr badanej kolumny posiada 0.78*V 0 /V geom = 0.51 mola miejsc 

aktywnych do adsorpcji AZT. 

Tabela 2. Położenie frontu przeładowanego piku AZT na chromatogramie 

F [ml/min] V inj [ml] t front [min] v inj =V inj /V 0 g front m inj 

1,2 0,02 90,9 0,002 7,55 6,77E-05 

1,2 30 79 2,35 4,08 0,102 

2,5 80 46 6,27 1,74 0,271 

5,0 80 22,5 6,27 1,55 0,271 

5,0 120 29 9,40 0,96 0,406 

64

Rysunek 4. Zależność zastrzykniętej masy AZT od położenia frontu piku 

Należy zwrócić uwagę na stężenie AZT w maksimum piku chromatograficznego 

około 30 mg/mL. Jest to stężenie dużo wyższe niż w roztworze 

dozowanym, wyższe niż rozpuszczalność AZT w wodzie, lub fazie ruchomej. 

Taki „szok stężeniowy” ma miejsce w czasie kontaktu fazy ruchomej z substancją 

zaadsorbowaną z fazy bogatszej w wodę niż faza ruchoma. Ten 

szokowy wzrost stężenia jest następstwem bilansu masy i równowagi termodynamicznej 

obowiązującej substancję adsorbującą się pomiędzy powierzchnią 

sorbentu i fazą ruchomą. W tym przypadku ustala się równowaga 

procesu adsorpcji–desorpcji pomiędzy powierzchnią sorbentu bogatego 

w AZT zaadsorbowany z fazy wodnej roztworu dozowanego 

AZT AZT 

( k >> k ) 

, a fazą MeOH/H 

H 2 O faza 

2 O = 20/80, dając w efekcie stężenie AZT 

w fazie ruchomej dużo wyższe niż w roztworze nasyconym. Trwałość roztworu 

przesyconego zależy od wielu czynników, dlatego w takich postępowaniach 

wymagana jest daleko posunięta ostrożność i ciągła kontrola ciśnieniomierza 

chromatografu. 

Badanie czystości produktu na płytce TLC (fluorescencja) wykazała obecność 

jednego zanieczyszczenia, którego zawartość oceniono na mniej niż 

0.5%. Było to zanieczyszczenie zawierające rdzeń tyminy, nie należące do 

zanieczyszczeń wymienianych przez farmakopee. Na wykonanym wg farmakopei 

chromatogramie stwierdzone zanieczyszczenie znajduje się na 

końcu zbocza piku AZT. 

Taka sytuacja wymaga dodatkowych badań. Są to: wyodrębnienie zanieczyszczenia, 

aby stwierdzić jego strukturę (MS, NMR), sprawdzenie, czy 

nie jest to produkt reakcji zanieczyszczenia, któregoś z głównych substratów, 

procesu otrzymywania AZT, podziału frakcji głównej na dwie frakcje, 

65

z których jedna poddana byłaby dodatkowej obróbce, itp. Wykonanie takich 

badań wymaga pracy na większej kolumnie z wykorzystaniem większej ilości 

materiału po syntezie. 

Tabela 3. Dane kolumny mikropreparatywnej, prognoza dla kolumny preparatywnej 

Wyszczególnienie 

Kolumna mikro 

Kolumna 

preparatywna produkcyjna 

Masa sorbentu w kolumnie 10 [g] 1.01 [kg] 

Objętość geometryczna złoża 19.6 [ml] 2.00 [l] 

Objętość własna kolumny V 0 12.76 [ml] 1.30 [l] 

Przepływ fazy przez kolumnę 5.0 [ml/min] 0.51 [l/min] 

Objętość dozowania V inj 120 [ml] 12.24 [l] 

Dozowana masa M inj 1.2 [g] 0.122 [kg] 

Objętość fazy r. do frontu AZT 25.0 [ml] 2.55 [l] 

Objętość frakcji głównej 69.0 [ml] 7.04 [l] 

Masa odzyskanego AZT 1.02 [g] 0.104 [kg] 

Regeneracja metanolem 25.5 [ml] 2.60 [l] 

Regeneracja wodą 12.8 [ml] 1.30 [l] 

Czas całkowity 1 cyklu rozdzielania 51 [min] 51 [min] 

Wyniki doświadczeń przeliczono i zestawiono niektóre parametry kolumny 

1x25 cm i procesu z kolumną (oferowaną) 10.1x25 cm wypełnioną 

badanym sorbentem (tabela 3). Sporządzono ocenę udziału różnych czynników 

w koszcie chromatograficznego oczyszczania 1 kg AZT na drodze preparatywnej 

chromatografii na jednej kolumnie 10.1x25 cm, pracującej 5000 

godzin w ciągu roku (praca trzyzmianowa). Ocena została sporządzona do 

dyskusji w kierownictwie firmy, w warunkach ekonomicznych roku 1998 przy 

kursie: 3.54 pln/USD. Wynik przedstawiono na rysunku 5. 

Rysunek 5. Rozkład różnych udziałów w cenie uzyskania 1 kg AZT oczyszczonego w procesie 

chromatografii preparatywnej 

66

Wzorce EMC 

Produkcja erytromycyny A (EMC A, antybiotyk) w TZF POLFA, do 

kontroli postępu biosyntezy i procesu oczyszczania produktu wymagała wielu 

analiz dziennie. Cały proces technologiczny otrzymywania EMC A był 

kontrolowany metodami chromatograficznymi korzystającymi z wzorców 

(HPLC metoda farmakopealna w środowisku obojętnym, trwająca 60 minut, 

HPLC w środowisku alkalicznym 20 minut, HPLC z detekcją elektrochemiczną 

10 minut i TLC). Sprawdzano obecność EMC innych niż EMC A. 

Proces technologiczny charakteryzują następujące stwierdzenia. Erytromycyna 

B powstaje obok EMC A w warunkach niedotlenienia hodowli Sterptomyces 

erythreus. Przyjmuje się, że EMC C jest prekursorem EMC A, EMC D 

jest prekursorem EMC B, EMC F jest prekursorem EMC E. Anhydro EMC A 

(EMC P), enoloeter EMC A (EE), enoloeter pseudo-EMC A (EMC X) powstają 

w wyniku kwaśnej hydrolizy EMC A [12, 13]. Na rysunku 6 przytoczono 

przykładowy chromatogram pokazujący położenia pików zanieczyszczeń. 

Rysunek 6. Chromatogram EMC w środowisku alkalicznym (20 mM K 2 HPO 4 /ACN = 1/1, 

pH = 10.5, kolumna Suplex PKB-100), pokazujący rozkład zanieczyszczeń EMC A [14] 

Te lokalne wzorce o czystości powyżej 95% czystej substancji otrzymywano 

na drodze preparatywnej chromatografii z odpadów po krystalizacji 

przeznaczonych do utylizacji. Były to wzorce EMC: C, E, F, N-demetylo- 

EMC A (NdA). Do otrzymania wzorców EMC A i EMC B wykorzystywano 

handlową EMC A oraz 70% substancje z doświadczalnej produkcji EMC B. 

Substancje EMC P, EE, EMC X otrzymywano na drodze prostych przekształceń 

chemicznych EMC A [12,13] z wykorzystaniem preparatywnej 

chromatografii po syntezie. 

Opis warunków wyodrębniania EMC z odpadów: chromatograf Delta 

Prep Waters, przepływ 25 ml/min, detekcja 270 nm, droga optyczna 0.2 cm, 

zakres 2.0 AUFS, kolumna DAN Process 25x5 cm wypełniona sorbentem 

Daisogel C8, dp = 13 µm, faza ruchoma: 38% bufor (0.1 M (NH 4 )HCO 3 

67

o pH = 10.0) oraz 62% MeOH (v/v), dozowanie 200 ml przesyconego roztworu 

10 g rodanku EMC (postępowanie wg specjalnej procedury), faza 

regenerująca kolumnę: 20 mM NaHSO 4 /EtOH = 25/75, faza „postojowa” 

podczas przechowywania kolumny: H 2 O/EtOH = 30/70. Przykładowy chromatogram 

preparatywny oraz wynik analizy TLC otrzymanych frakcji pokazano 

na rysunku 7. 

Rysunek 7. Chromatogram preparatywny. Markery: 1-2 zakres dozowania, 3-4 frakcja 1 (60 ml; 

65 mg), 4-5 frakcja 2 (125 ml; 375 mg), 5-6 frakcja 3 (100 ml; 424 mg), 6-7 frakcja 4 (180 ml; 

1100 mg), marker 8: początek zrzucania fazą regenerującą, 7-9 frakcja 5 (200 ml; 1000 mg). 

Marker 10 koniec regeneracji i początek stabilizacji kolumny fazą ruchomą (2 V 0 ). Chromatogram 

TLC: frakcje od 1 do 5 i materiał wyjściowy 

Z każdej odebranej frakcji usuwano MeOH na wyparce próżniowej 

w temperaturze 50 o C, a produkt ekstrahowano chlorkiem metylenu z wodnego 

roztworu. 

Otrzymane frakcje, po uzyskaniu odpowiedniej masy substancji, rechromatografowano 

raz, dwa lub trzy razy w warunkach podobnych do opisanych. 

Produkt końcowy krystalizowano otrzymując dwu-wodzian konkretnej 

EMC. Otrzymanie 1 g spodziewanej EMC F, do analiz identyfikacyjnych 

MS i NMR i jako wzorca, wymagało wielu powtórzeń. Łączne otrzymanie np. 

100 g wzorców wg wybory laboratorium Kontroli Jakości wymagało pracy 

3 osób i czasu około 3 miesięcy. Stosowano też naniesienie 30 g rodanku 

EMC oraz fazę ruchomą o składzie 45%bufor/55%MeOH. Erytromycyna A 

charakteryzuje się słabą rozpuszczalnością i ujemnym współczynnikiem 

temperaturowym rozpuszczalności w wodzie i wodno metanolowych roztworach. 

We wszystkich postępowaniach z EMC, roztwór do naniesienia na kolumnę 

był roztworem silnie przesyconym, sporządzanym wg następującej 

procedury. Naważka preparatu była rozpuszczana w MeOH, sączona 

68

i schładzana do -23 o C. Ten zimny roztwór był mieszany z podobnie schłodzonym 

roztworem buforu, tak by końcowe objętościowe stężenie metanolu 

było niższe niż w danej fazie ruchomej (np. 50% MeOH). Sporządzony roztwór 

był natychmiast wprowadzany na kolumnę chromatograficzną, a osoba 

wykonująca tę czynność pilnowała, aby żaden mały pojawiający się kryształek 

nie został zassany do pompy chromatografu. 

Ujemny współczynnik temperaturowy rozpuszczalności EMC wskazuje 

na możliwość istnienia termodynamicznie nietrwałej formy krystalograficznej 

[15]. Takie podejrzenia potwierdzały różniące się rentgenogramy proszkowe 

wykonane w roztworze będącym zawiesiną wytrąconych w niskiej 

temperaturze kryształów oraz po wysuszeniu ich na powietrzu. Stwierdzono 

też, że wodny roztwór EMC A otrzymany z frakcji głównej, po usunięciu metanolu 

na wyparce, nie krystalizował, choć jego stężenie w 50 o C sięgało 

140 mg/ml, zaś stwierdzona rozpuszczalność (równowaga roztworu z kryształami 

preparatu wyjściowego) wynosiła w tych warunkach mniej niż 

1 mg/ml. Świadczy to o trudnościach w powstawaniu znanej struktury ortorombowej 

kryształu dwu-wodzianu erytromycyny A [16, 17], pod nieobecność 

innych podobnych związków lub śladów kwasów tłuszczowych z procesu 

biosyntezy. 

Pik X doksycykliny 

Na początku farmakopealnego chromatogramu doksycykliny (antybiotyk) 

występuje tzw. pik X. Wyodrębnienie tej substancji z odpadów po produkcji 

formy leku dla potrzeb Kontroli Jakości było beznadziejnym przedsięwzięciem. 

Na podstawie sugestii o tym, co powoduje powstanie tej 

substancji i kilku prób, wykonano poniższe doświadczenie. W wodnym roztworze 

(200 ml) rozpuszczono 10 g doksycykliny (hyclate), 50 g Na 2 SO 4 , 

100 mg Na 2 S 2 O 5 (przeciwutleniacz). Roztwór umieszczono na 48 h w temperaturze 

50 o C. Do roztworu dodano 50 ml fazy ruchomej (woda/EtOH = 

= 80/20) i wprowadzono na kolumnę 5x25 cm wypełnioną sorbentem Daisogel 

C8. Z otrzymanej frakcji głównej (2 V 0 ) usunięto etanol na wyparce, 

a roztwór wodny poddano liofilizacji. Otrzymano 500 mg brązowawej substancji 

zawierającej wg HPLC 95.3% substancji X. Pomiar MS pokazał identyczność 

doksycykliny i substancji X. Na podstawie 13 C NMR potwierdzono 

wniosek z MS. Na podstawie 1 H NMR stwierdzono, że podwojone sygnały 

6-CH 3 należą do dwóch epimerów doksycykliny. Pik X jest mieszaniną 

4-epidoksycykliny i 4,6-epidoksycykliny. 

To opracowanie poświęcamy pamięci tragicznie zmarłej Pani mgr Grażyny Osmólskiej, 

Kierowniczki Laboratorium Badawczo-Rozwojowego Insuliny TZF POLFA, 

a także nieżyjącym już pionierom praktycznego stosowania preparatywnej chromatografii 

do otrzymywania farmakopealnie czystych leków nasercowych – Pani dr Barbarze 

Śledzińskiej i twórcy w roku 1964 pierwszego w Polsce semi-preparatywnego 

wysokociśnieniowego chromatografu cieczowego - Panu prof. Jerzemu S. Kowalczykowi. 

69

LITERATURA 

1. Guiochon G., Golshan-Shirazi S., Katti A.: Fundamentals of Preparative 

and Nonlinear Chromatography. Academic Press (1994). 

2. Hupe K.P., Lauer H.H.: Optimization of Preparative LC Separation, 

J. Choromatogr., 203, (1981), 41-57. 

3. Kowalczyk J.S., Gazda K., Kamiński M., Klawiter J., Makuch B.: Cieczowa 

chromatografia preparatywna i produkcyjna, Chem. Anal. (Warsaw), 

33, (1988), 237-257. 

4. Kamiński M., Śledzinska B., Klawiter J.: Studies on the Optimization of 

Parameters of Preparative Liquid Chromatographic Columns for Production 

of Cardiac Glycosides, J. Chromatogr. 367, (1986) 45-58. 

5. Kamiński M.: Problemy stosowania kolumnowej chromatografii cieczowej 

jako techniki otrzymywania substancji. Praca habilitacyjna, Politechnika 

Gdańska, Gdańsk, (1981). 

6. Kamiński M., Reusch J.F.: Preparative HPLC Under Infinite Diameter 

Conditions, Preparative Chromatography, 1, (1991), 367-402. 

7. Śledzińska B., Kamiński M., Klawiter J., Majer Z., Klauze M.: Patent 

PRL nr 135 728 i patent dodatkowy nr 137, 576, p.t., Sposób otrzymywania 

lanatozydów A, B i C z ich mieszanin, zgł. (1982). 

8. Makowiecka A., Kaczorek P., Złamański T., Bylina A.: Online simulation 

for preparative liquid chromatography using the Craig algorithm with 

Langmuir competitive isotherm. ABiD, 5-19, (2008). 

9. http://plc.uksw.edu.pl Symulacja komputerowa preparatywnej chromatografii. 

10. Katti A.M. and Jagland P., Development and optimization of industrial 

scale chromatography for use in manufacturing; ANALUSIS MAG. 26, 

M38-45, (1998). 

11. Kazimierczuk Z. and Kamiński J.: Patent PL No 194162 B1, (1999). 

12. Wiley P.F., Gerzon K., Flynn E.H., Sigal M.V., Weaver O., Quarck U.C., 

Chauvette R.R., Monahan R.: Erythromycin. X. Structure of erythromycin. 

J. Am. Chem. Soc. 79, 6062-70, (1957). 

13. Kibwage I.O., Busson R., Janssen G., Hoogmartens J., Vanderhaeghe H., 

Bracke J.: Translactonization in erythromycins. J. Org. Chem. 52, 

990-6, (1987). 

14. Gwóźdź E., Holska W. i Kulińska A.: Application of highly alkaline pH in 

erythromycin separation by high performance liquid chromatography; 

Chem. Anal. (Warsaw), 36, 219, (1991). 

15. Brzozowski S.: Klatraty jako sorbenty chromatograficzne. Rocz. Chem. 

47, 617, (1973). 

16. Stephenson G.A., Stowell J.G., Pascal H.T., Pfeiffer R.R., Byrn S.R.: Solidstate 

investigations of erythromycin A dihydrate: structure, NMR spectroscopy, 

and hygroscopicity. J. Pharm. Sci.; 86: 1239-1244, (1997). 

17. Mirza S., Miroshnyk I., Heinämäki J., Christiansen L., Karjalainen M., 

Yliruusi J.: Influence of Solvents on the Variety of Crystalline Forms of 

Erythromycin. AAPS Pharm. Sci. (2), 5, (2003). 

70

Piotr M. SŁOMKIEWICZ 

Zakład Fizyki Chemicznej, Instytut Chemii, Uniwersytet Jana Kochanowskiego, 

Kielce, ul. Świętokrzyska 15 G, 25-406 Kielce 

ZASTOSOWANIE INWERSYJNEJ CHROMATOGRAFII 

GAZOWEJ W BADANIACH KOADSORPCJI 

Zbudowano dozownik chromatograficzny z dwiema komorami dozymetrycznymi 

do pomiarów koadsorpcji metodą inwersyjnej chromatografii gazowej. 

Wykonano pomiary adsorpcji dla metanolu i izobutenu, a koadsorpcji dla izobutenu 

na powierzchni adsorbenta pokrytej metanolem. Jako adsorbenta użyto sulfonowanego 

kopolimeru styrenowo-diwinylobenzenowego o symbolu Amberlyst 15. Wyznaczono 

stałe równowagi adsorpcji i koadsorpcji oraz entalpie adsorpcji i koadsorpcji. 

WSTĘP 

Inwersyjna chromatografia gazowa jest szybką i dokładną metodą wykonywania 

charakterystyk adsorpcyjnych. Badania adsorpcji, wykonywane 

za pomocą tej metody, polegają na wprowadzeniu próbki adsorbatu na adsorbent 

umieszczony w kolumnie chromatograficznej i analizie otrzymanego 

chromatogramu. Na podstawie wielkości charakterystycznych dla położenia 

i kształtu profilu piku chromatograficznego można obliczyć fizykochemiczne 

parametry procesu adsorpcji. Zwykle do pomiaru wykonywanego metodą 

inwersyjnej chromatografii używa się typowego chromatografu gazowego 

wyposażonego w dozownik, kolumnę zawierającą adsorbent oraz detektor. 

Za pomocą takiego urządzenia można badać układ jeden adsorbat – jeden 

adsorbent. Nie jest możliwe wykonanie pomiarów adsorpcyjnych z użyciem 

dwóch adsorbatów, na przykład w celu określenia ich wzajemnego oddziaływania 

na powierzchni adsorbenta. Należałoby wówczas w krótkim czasie 

kolejno wstrzykiwać do dozownika dwa adsorbaty, co sprawiłoby trudności 

z dokładnym określeniem ich czasów retencji. Także nie zawsze jest możliwe 

sporządzenie mieszanin dwóch adsorbatów ze względu na ich różne 

właściwości fizykochemiczne, w celu ich równoczesnego dozowania do kolumny 


W niniejszym artykule opisano metodę dozowania różnej wielkości 

próbki dwóch adsorbatów o różniących się właściwościach fizykochemicznych 

(gazowych i ciekłych). Pomiar adsorpcji może być wykonywany na czystej 

powierzchni adsorbenta, jak i na powierzchni adsorbenta pokrytej adsorbatem. 

Zastosowane rozwiązanie konstrukcyjne dozownika polegające 

na zmianie długości przewodu gazowego łączącego dwie komory dozymetryczne, 

umożliwia wykonanie pomiaru w taki sposób, że pierwszy adsorbat 

jest adsorbowany na adsorbencie w kolumnie chromatograficznej, a następnie 

na powierzchnię adsorbentu pokrytą pierwszym adsorbatem zostaje 

71

wprowadzony drugi adsorbat w możliwym do wyznaczenia czasie dozowania. 

Pomiary adsorpcji wykonano dla metanolu i izobutenu, a pomiary 

koadsorpcji dla izobutenu na powierzchni adsorbatu pokrytej metanolem. 

Jako adsorbentu użyto sulfonowanego kopolimeru styrenowo-diwinylobenzenowego 

o symbolu Amberlyst 15 [1, 2]. Ten sulfonowany kopolimer 

jest stosowany, jako kwasowy katalizator do syntez eterów (np. eteru metylowo-tert-butylowego 

MTBE z metanolu i izobutenu). 

PODSTAWY TEORETYCZNE 

Metodę obliczania wielkości adsorpcji i ciśnienia parcjalnego adsorbatów 

opisaną w pracach [3, 4] zmodyfikowano w pracy [5], tak aby wzory stosowane 

do tych obliczeń uwzględniły komputerową metodę określania powierzchni 

piku chromatograficznego. Zachowując ich sens fizyczny, 

modyfikacja polegała na wstawieniu do tych wzorów wartości charakteryzujących 

powierzchnię piku chromatograficznego w jednostkach iloczynu napięcia 

(mV) i czasu rejestracji (s) chromatogramu (mVs). Równocześnie 

usunięto 

z tych wzorów wielkości stosowane przy rejestracji chromatogramów na rejestratorach 

analogowych. 

Wielkość adsorpcji a i substancji i gdy stężenie równowagowe tego adsorbatu 

w fazie gazowej wynosi c i może być wyrażona równaniem: 

da 

dc 

i 

= 

i 

VR 

m 

(1) 

gdzie: 

a i – ilość moli zaadsorbowanej substancji i (mol/g), 

c i – równowagowe stężenie substancji i w fazie gazowej (mol/cm 3 ), 

m – masa adsorbenta (g), 

V R – objętość retencji (cm 3 ). 

Równanie (1) można przekształcić do postaci: 

c i 

1 

ai 

= 

m 

∫ 

0 

V dc 

R 

i 

(2) 

Objętość retencji V R może być wyrażona jako: 

V 

R 

= 

t 

R 

F 

(3) 

gdzie: 

F – przepływ gazu nośnego (cm 3 /s), 

t R – czas retencji (s). 

72

Stałą detektora k (mol/cm 3·mV) wyraża następujące równanie: 

ci 

k= 

(4) 

h 

gdzie: 

h – wysokość piku (mV). 

Całkowita powierzchnia adsorpcyjna S s (mV·s) to powierzchnia zawarta pomiędzy 

punktami ABCD na rysunku 1 i może być wyrażona równaniem: 

gdzie: 

t 0 – czas retencji substancji nie zatrzymywanej (s), 

t D – czas rejestracji piku (s). 

Po wstawieniu równania (3) i równania (4) przekształconego do postaci 

dc i = kdh do równania (2) otrzymuje się: 

a 

i 

S 

= 

s 

kF 

m 

h 

( t t ) 

= ∫ − 

0 

h 

∫ 

0 

D 

( t − t ) 

D 

0 

Po scałkowaniu równania (6) i wstawieniu równania (5) otrzymuje się równanie: 

kF 

a 

i 

= S s 

m 

(7) 

Zależność pomiędzy liczbą moli n dozowanej substancji i a odpowiadającej 

jej powierzchnią piku chromatograficznego (rys. 1) jest wyrażona równaniem: 

0 

dh 

dh 

(5) 

(6) 

dozowanie 

adsorbatu 

gaz 

nieadsorbujący 

B 

(a) 

C 

dozowanie 

adsorbatu 

gaz 


B 

C 

(b) 

napęcie (mV) 

S s 

h 

napęcie (mV) 

S p 

h 

A 

t 

0 

czas (min) 

D 

t 

D 

A 

t 

0 

Rys. 1. Wyznaczanie danych adsorpcyjnych z piku chromatograficznego: 

(a) całkowita powierzchnia adsorpcyjna S s , 

(b) całkowita powierzchnia piku chromatograficznego S p . 

czas (min) 

D 

t 

D 

73

n = kF∫ 

hdt = kFSp 

0 

gdzie: 

n – liczba moli dozowanej substancji i na adsorbent (mol), 

S p – całkowita powierzchnia piku chromatograficznego (mV·s). 

t 

(8) 

Wyznaczając stałą detektora k z równania (8) i wstawiając ją do równania (7) 

otrzymuje się: 

nS 

a 

i 

= 

mS 

s 

p 

Równanie (9) może być stosowane do wyznaczania ilość moli zaadsorbowanej 

substancji z chromatogramu w określonej temperaturze. 

(9) 

Wyznaczając stałą detektora k z równania (8) i wstawiając ją do równania (4) 

otrzymuje się: 

nh 

c 

i 

= 

(10) 

FS 

p 

które umożliwia obliczenie ciśnienia równowagowego po przekształceniu 

w postać: 

nh 

pi = RT 

(11) 

FS 

p 

gdzie: 

p i – ciśnienie parcjalne substancji i (Pa), 

R – stała gazowa (cm 3 ·Pa/K·mol), 

T - temperatura pomiaru (K). 

Zastosowanie metody podziału piku wymaga podzielenia całkowitej powierzchni 

adsorpcyjnej S s na części równoległe do linii podstawowej chromatogramu 

(rys. 2) i zmierzenia pola powierzchni każdego segmentu. 

Powierzchnie poszczególnych segmentów spełniają zależność: 

= ∑ 

I 

S s 

S Is 

1 

(12) 

gdzie: 

S Is – powierzchnia segmentu I całkowitej powierzchni adsorpcyjnej. 

Wielkość adsorpcji a iI substancji i może być obliczona na podstawie równania: 

74

a 

n 

(13) 

które otrzymano po wstawieniu równania (12) do równania (9). 

Odpowiadające wielkości adsorpcji a iI substancji i ciśnienie parcjalne p iI jest 

obliczone przez podzielenie wysokości piku chromatograficznego na I części 

(rys. 2) zgodnie z równaniem: 

I 

∑ 

1 

iI 

= 

mS 

S 

Do obliczania powierzchni adsorpcyjnej, powierzchni jej poszczególnych 

segmentów, powierzchni piku adsorpcyjnego i czasu retencji, zastosowano 

program Komputerowy System Przetwarzania Danych (KSPD) [6]. 

Program ten umożliwia wybranie liczby segmentów, na jakie może być podzielona 

powierzchnia adsorpcyjna. Obliczenia prężności parcjalnej p iI oraz 

ilość zaadsorbowanego adsorbatu a iI wykonywano na podstawie danych pop 

Is 

napęcie (mV) 

dozowanie 

adsorbatu 

gaz 


A 

B 

I 

10 

I 9 

I 

8 

I 

I 

7 

6 

I 5 

I 4 

I 3 

I 2 

I 1 

t 

0 

C 

(a) 

S s 

czas (min) 

S Is 

h 

D 

tD 

napęcie (mV) 

dozowanie 

adsorbatu 

gaz 


B 

A 

t 

0 

C 

(b) 

czas (min) 

I10 

I 9 

I 

8 

I 7 

I 

6 

I 5 

I 4 

I 

3 

I 

2 

I 1 

Rys. 2. Ilustracja sposobu podziału chromatogramu do wyznaczania izoterm adsorpcji metodą 

profilu piku. 

(a) dzielenie całkowitej powierzchni adsorpcyjnej S s na segmenty, gdzie S Is oznacza powierzchnię 

segmentu I, 

(b) dzielenie całkowitej wysokości h piku adsorpcyjnego na segmenty, gdzie I oznacza wysokość 

segmentu. 

h 

D 

tD 

I 

h = ∑h I 

1 

gdzie: 

h I – wysokość I części piku (mV). 

Po wstawieniu równania (14) do równania (11) otrzymuje się: 

p 

n 

I 

∑ 

1 

iI 

= 

FS 

(14) 

(15) 

h 

p 

I 

RT 

75

działu profilu piku zestawionych w bazie danych programu KSPD. W rezultacie 

otrzymano zależność a i = f (p i ) będącą funkcją izotermy adsorpcji. 

Liczba punktów określających tę izotermę zależy od wybranej liczby podziału 

powierzchni adsorpcyjnej na I-segmentów. 

Powyżej przedstawione równanie izotermy adsorpcji a i = f (p i ) można wyrazić 

w postaci a i /a s = f (p i ), (gdzie: a S – całkowita liczba moli grup sulfonowych 

zawartych w sulfonowanym kopolimerze styrenowo-diwinylobenzenowym, 

mol/g), która odpowiada równaniu adsorpcji Langmuira. 

W pracy [7] stwierdzono, że adsorpcja cząsteczki metanolu przez 

grupy sulfonowe kopolimeru przebiega według jednocentrowego mechanizmu 

sorpcji i równanie adsorpcji Langmuira ma postać: 

(16) 

gdzie: 

K M – stała równowagi adsorpcji metanolu (kPa -1 ). 

Natomiast równanie Langmuira wyrażające adsorpcję izobutenu przez grupy 

sulfonowe kopolimeru ma postać: 

(17) 

gdzie: 

K IB – stała równowagi adsorpcji izobutenu (kPa -1 ). 

Równanie to wyraża adsorpcję cząsteczki izobutenu bez dysocjacji przez 

dwie grupy sulfonowe kopolimeru. 

OPIS DOZOWNIKA 

a 

a 

IB 

S 

a 

a 

M 

S 

= 

KM 

pM 

= 1+ K p 

2K 

M 

Podstawowym elementem dozownika do pomiarów adsorpcyjnych [8] 

jest prostopadłościenny korpus 1 wykonany ze stali kwasoodpornej, będący 

obudową komór dozymetrycznych (rys. 3). Wewnątrz tego korpusu znajdują 

się dwie cylindryczne komory dozymetryczne 2 i 3. Każda z komór od góry 

jest zamknięta przez korek 4 i 5, w których są umieszczone membrany 

z gumy silikonowej 6 i 7. Przez membrany wprowadza się próbki do komór 

dozymetrycznych za pomocą strzykawek. Membrany są dociśnięte nakrętkami 

z radiatorem 8 i 9. Wewnątrz każdej z komór dozymetrycznych są zamontowane 

wymienne wkładki 10 i 11 ze stożkowymi zwężkami. Do dozownika 

gaz nośny jest doprowadzony wlotem, a następnie przepływa przez 

komorę dozymetryczną 2. Z boku komory dozymetrycznej pomiędzy jej 

ścianką boczną a wkładką ze zwężką jest kanalik 12 połączony z wylotem b, 

który służy do odprowadzenia z niej gazu nośnego. Gaz nośny z wylotu b 

przepływa do kanalika 13 o kształcie niepełnego okręgu, który jest umieszczony 

na płaszczyźnie podrotorowej zaworu dozownika. Równolegle do kanalika 

13 zaworu jest także umieszczony kanalik 14 o kształcie niepełnego 

p 

M 

IB IB 

( 1+ 

1+ 

4K 

p ) 2 

IB 

IB 

76

okręgu. Te dwa kanaliki te są połączone rowkiem 15 znajdującym się w rotorze 

zaworu. Z kanalika 14 wlotem c gaz przepływa do komory dozymetrycznej 

3 i przez wylot d opuszcza dozownik. 

Rys. 3. Schemat ideowy dozownika do pomiarów adsorpcyjnych 

1 – prostopadłościenny korpus; 2, 3 – komory dozymetryczne; 4, 5 – korek; 6, 7 – membrany 

z gumy silikonowej; 8, 9 – nakrętki z radiatorem; 10, 11 – wymienne wkładki; 

12, 13, 14 – kanalik; 15 – rowek w rotorze; a, c – wlot; b, d – wylot. 

Dozownik w celu odparowywania wstrzykiwanych cieczy oraz w celu 

uniknięcia wykraplania pobieranych par cieczy jest ogrzewany i termostatowany 

grzałką elektryczną /niezaznaczoną na schemacie/. 

Zawór jest umieszczony na tylnej ściance korpusu dozownika (rys. 4). 

Rotor zaworu do płaszczyzny podrotorowej jest dociskany przez trzpień 16, 

na który działa sprężyna oporowa 17. Obrót rotora zaworu sprawia, że 

zmienia się odległość połączenia rowkiem 15 dwóch równoległych kanalików 

zaworu 13 i 14 (rys. 3). Ze zmianą tej odległości zmienia się długość przewodów 

gazowych rozdzielających komory dozymetryczne 2 i 3, co sprawia, 

że zmienia się także czas, po jakim próbka z komory dozymetrycznej 2 po 

próbce z komory dozymetrycznej 3 zostanie wprowadzona do kolumny 


Na schemacie (rys. 5) przestawiono dozownik do pomiarów adsorpcyjnych 

połączony z trójpozycyjnym zaworem sześciodrożnym 18 w pozycji 

dozowania próbek do komór dozymetrycznych. Wlot a dozownika do pomiarów 

adsorpcyjnych jest połączony z wylotem f zaworu sześciodrożnego i wylot 

d dozownika z wlotem g tego zaworu. 

W tej pozycji gaz nośny chromatografu, którego wielkość przepływu 

reguluje się zaworem 19, przepływa przez wlot h i przez wylot j jest kierowany 

do kolumny chromatograficznej. Zaworem 20 reguluje się wielkość prze- 

77

pływu gazu pomocniczego. Gaz ten przepływa przez wlot k i przez wylot l 

trójpozycyjnego zaworu sześciodrożnego. Dozownik jest odłączony od toru 

gazu nośnego chromatografu i od toru gazu pomocniczego. Wówczas można 

za pomocą strzykawek 21 i 22 wprowadzić próbki adsorbatów do komór 

dozymetrycznych dozownika. 

Rys. 4. Zawór umieszczony z tyłu dozownika 

3 – komora dozymetryczna; 15 – rowek w rotorze; 16 – trzpień; 17 – sprężyna oporowa; 

c – wlot; b – wylot. 

Rys. 5. Dozownik do pomiarów adsorpcyjnych połączony z trójpozycyjnym zaworem 

sześciodrożnym w pozycji wprowadzania próbek do kolumny chromatograficznej 

2, 3 – komory dozymetryczne; 18 – trójpozycyjny zawór sześciodrożny; 19, 20 – zawór; 

21, 22 – strzykawka; a, g, h, k – wlot; d, f, j, l – wylot. 

78

Przestawienie zaworu sześciodrożnego w pozycję wprowadzania 

próbek adsorbatów do kolumny chromatograficznej (rys. 6) sprawia, że są połączone 

wlot h i wylot f oraz wlot g i wylot j. Wówczas gaz nośny jest doprowadzony 

do wlotu a dozownika i próbki znajdujące się w komorach dozymetrycznych 

dozownika, przez wylot d, wlot g i wylot j zaworu, wraz gazem nośnym 

przepływają do kolumny chromatograficznej. Wlot k i wylot l gazu pomocniczego 

są połączone i gaz przepływa przez zawór sześciodrożny. 


sześciodrożnym w pozycji wprowadzania próbek do kolumny chromatograficznej 

(oznaczenia, jak na rys. 5) 

Trzecia pozycja zaworu sześciodrożnego służy do przepłukiwania gazem 

pomocniczym komór dozymetrycznych (rys. 7). Gaz pomocniczy przepływa 

przez wlot k i wylot f do wlotu a dozownika przepłukując komory dozymetryczne 

i następnie przez wylot d, wlot g i wylot l. Równocześnie gaz nośny przepływa 

przez wlot h i wylot j do kolumny chromatograficznej i praca chromatografu nie 

jest zakłócona. 


sześciodrożnym w pozycji przepłukiwania gazem pomocniczym komór dozymetrycznych 

(oznaczenia, jak na rys. 5) 

79

SPOSÓB PRZEPROWADZENIA DOŚWIADCZEŃ 

Amberlyst 15 jest aktywnym katalizatorem reakcji dimeryzacji i izomeryzacji 

alkenów, dlatego w pracy [3] sprawdzano w trakcie pomiaru adsorpcyjnego 

równocześnie nie przebiega katalityczna dimeryzacja i izomeryzacja 

alkenów. Pomiary adsorpcji wykonywano wyłącznie w tych temperaturach, 

w których w składzie gazów po desorpcji nie stwierdzano obecności produktów 

katalitycznych reakcji lub ich zawartość w gazach nie przekraczała 5%. 

W tej pracy [3] zaobserwowano także, że pomiary adsorpcji metanolu 

na Amberlyście 15 można wykonywać do temperatury 333 K. Powyżej tej 

temperatury powstający eter dimetylowy może zniekształcać pik adsorpcyjny 

i powodować błędy pomiarowe. 

Zgodnie z tymi cytowanymi powyżej faktami, pomiary adsorpcji metanolu 

wykonano w zakresie temperatur 303-333 K a dla izobutenu w zakresie 

temperatur 273-303 K. 

Pomiary adsorpcyjne wykonywano w zmodyfikowanym chromatografie 

gazowym N-505 INCO z detektorem płomieniowo-jonizacyjnym (FID), 

szczegóły rozwiązań aparaturowych opublikowano w [9]. 

Rurka sorpcyjna o średnicy wewnętrznej 4 mm i długości 10 cm zawierała 

5 g Amberlystu 15. Przed pomiarami adsorpcji złoże suszono w próżni 

w temp. 115 o C przez 12 godzin, a następnie bezpośrednio przed pomiarem 

w kolumnie chromatograficznej, w strumieniu helu 10 cm 3 /min, w temp. 115 o C 

przez 24 godziny. Termostat rurki adsorpcyjnej utrzymywał zadaną temperaturę 

pomiaru ±0,2 o C. Wielkość próbki dozowanego metanolu nie przekraczała wartości 

0,5 (stosunek ilości milimoli dozowanego metanolu do całkowitej ilości milimoli 

grup sulfonowych zawartych w próbce), a wielkość próbki dozowanego 

izobutenu nie przekraczała wartości 0,3 (stosunek ilości milimoli izobutenu do 

całkowitej ilości milimoli grup sulfonowych zawartych w próbce Amberlystu 15). 

WYNIKI I ICH OMÓWIENIE 

Wykonując serię pomiarów adsorpcyjnych różniących się wielkością 

przepływu gazu nośnego, wielkością próbek adsorbatu i masą Amberlystu 

15 sprawdzono, czy pomiar adsorpcji metodą podziału piku nie jest błędny 

z powodu wpływu efektów dyfuzyjnych. Punkty wyrażające omawianą powyżej 

zależność a i /a s = f (p i ), otrzymane w wyniku serii pomiarów adsorpcyjnych 

(rys. 8) tworzyły jedną izotermę adsorpcji, co potwierdziło, że pomiary 

adsorpcji nie są zakłócane przez efekty dyfuzyjne. 

Przykład dopasowania krzywych wyrażonych równaniami Langmuira do 

wyników pomiarów adsorpcji metanolu i izobutenu przedstawiono na rys. 9. 

W tabeli 1 zestawiono porównanie wartości stałych równowagi adsorpcji obliczonych 

z przybliżenia metodą najmniejszych kwadratów Levenberga- 

Marquardta równań Langmuira do wyników pomiarów adsorpcji z użyciem 

programu Origin Microcal [10]. Te dane wskazują na dużą korelację pomiędzy 

wynikami pomiarów adsorpcyjnych oraz krzywymi opisującymi zastosowane 

równania Langmuira. 

80

0,0 2,0 4,0 6,0 8,0 

0,80 

0,60 

0,40 

0,20 

0,00 

0,40 

0,30 

0,20 

0,10 

0,00 

0,0 1,0 2,0 3,0 4,0 

Rys. 8. Izotermy adsorpcji metanolu na Amberyście 15 w temperaturze 333K otrzymane dla: 

A – różnych objętości próbek metanolu i różnych wielkości przepływu gazu nośnego: 

() objętość próbki metanolu 0,3 mm 3 , przepływ gazu nośnego 30 cm 3·min -1 , 

(•) objętość próbki metanolu 0,8 mm 3 , przepływ gazu nośnego 40 cm 3·min -1 , 

(•) objętość próbki metanolu 1,2 mm 3 , przepływ gazu nośnego 45 cm 3·min -1 . 

B – różnych średnic ziaren jonitu: 

() 0,42-0,60 mm, (◦), 0,25-0,30 mm, (), 0,14-0,16 mm, 

(–) krzywa równanie Langmuira (16) dopasowana do wyników pomiarów adsorpcji metodą 

najmniejszych kwadratów. 

ciśnienie parcjalne izobutenu p IB (kPa) 

81

0,0 1,0 2,0 3,0 4,0 

0,50 

0,10 

0,40 

0,08 

0,30 

0,06 

0,20 

0,04 

0,10 

0,02 

0,00 

0,00 

0,0 1,0 2,0 3,0 4,0 

Rys. 9. Obliczanie stałej równowagi adsorpcji metanolu K M na podstawie równania (16) i stałej równowagi 

adsorpcji izobutenu K IB na podstawie równania (17) metodą najmniejszych kwadratów: 

- pomiar adsorpcji metanolu na Amberlyście 15 w temperaturze 333 K, 

(–) krzywa równania Langmuira (16) dopasowana do wyników pomiarów adsorpcji metodą 

najmniejszych kwadratów, 

◦ - pomiar adsorpcji izobutenu na Amberlyście 15 w temperaturze 303 K, 

(---) krzywa równania Langmuira (17) dopasowana do wyników pomiarów adsorpcji metodą 

najmniejszych kwadratów. 

Tabela 1. Porównanie wartości stałych równowagi adsorpcji obliczonych 

z przybliżenia metodą najmniejszych kwadratów Levenberga-Marquardta 

równań Langmuira do wyników pomiarów adsorpcji 

metanol 

równanie (16) 

izobuten 

równanie (17) 

Stała równowagi adsorpcji K (kPa -1 ) 0,251 0,0821 

Błąd ± 0,0013 ± 0,000679 

Przedział ufności 0,0029 0,0014 

χ 2 minimalizacja 1,968G10 -5 1,908G10 -6 

Poziom ufności 0,95 0,95 

Współczynnik regresji 0,998 0,998 

Suma różnicy kwadratów między danymi i wartościami 

obliczonymi 

2,952G10 -4 2,862G10 -5 

Na rys. 9 zilustrowano sposób wyznaczania powierzchni piku koadsorpcyjnego 

izobutenu z różnicy piku chromatograficznego metanolu 

i izobutenu i piku metanolu. W tabeli 2 zestawiono wartości stałych równowagi 

adsorpcji metanolu, wyznaczone doświadczalnie i z danych literaturowych. 

W obu przypadkach te wyniki są porównywalne. W tabeli 3 porównano 

wartości stałych równowagi adsorpcji izobutenu na sulfonowanym 

82

kopolimerze Amberlyst 15 z danymi literaturowymi. Także i w tym przypadku 

dane są zgodne. Interesująco przedstawiają się wartości stałych równowagi 

koadsorpcji izobutenu z metanolem. Metanol jest silnie adsorbowany przez 

sulfonowany kopolimer, stałe równowagi adsorpcji izobutenu (tab. 3) są około 

dziesięć razy mniejsze niż stałe równowagi adsorpcji metanolu (tab. 2). 

W przypadku, na powierzchni kopolimeru są obecne zaadsorbowane 

cząsteczki metanolu adsorpcja izobutenu jest utrudniona i wartości stałych 

równowagi są mniejsze niż w przypadku adsorpcji izobutenu przez czysty 

kopolimer. 

Tabela 2. Porównanie wartości stałych równowagi adsorpcji metanolu K M na 

sulfonowanym kopolimerze Amberlyst 15 z danymi literaturowymi 

wyniki pomiarów dane literaturowe [3] 

T(K) 10 -2 GK M (kPa -1 ) 

303 94,22 95,21 

313 60,67 62,75 

323 38,54 39,29 

333 26,01 25,15 

Tabela 3. Porównanie wartości stałych równowagi adsorpcji izobutenu K IB 

na sulfonowanym kopolimerze Amberlyst 15 z danymi literaturowymi 

dane 

wyniki pomiarów 

literaturowe [3] 

T(K) 10 -2 GK IB (kPa -1 ) 

wyniki pomiarów 

* 

273 111,85 110,12 81,22 

283 41,14 43,32 32,07 

293 17,55 15,65 11,37 

303 8,21 7,45 5,40 

* - pomiar koadsorpcji izobutenu na jonicie z zaadsorbowanym metanolem 

Na podstawie tych stałych równowagi adsorpcji metanolu, izobutenu 

i koadsorpcji izobutenu z metanolem obliczono entalpie adsorpcji (tab. 4). 

Entalpia adsorpcji metanolu na Amberlyście 15 wynosi –39,7 kJ/mol, izobutenu 

–60,2 kJ/mol, a koadsorpcji izobutenu z metanolem –64,2 kJ/mol 

(tab. 4). Poprawność wykonanych pomiarów i obliczeń określono stosując 

reguły Boudarta [11]. Z tego zestawienia wynika, że obliczone z wyznaczonych 

entalpii adsorpcji, entropia adsorpcji metanolu spełnia wszystkie cztery 

reguły. Natomiast obliczona entropie adsorpcji izobutenu i koadsorpcji izobutenu 

z metanolem spełniają wymagania trzech pierwszych reguł. Jednak nie 

spełnia czwartej reguły, której spełnienie jako równania empirycznego nie 

jest ściśle wymagane. 

83

100 

napięcie [mV] 

80 

60 

40 

A 

20 

0 

0 100 200 300 400 

czas [s] 

100 


80 

60 

40 

B 

20 

0 

0 100 200 300 400 

czas [s] 

100 


80 

60 

40 

C 

20 

0 

0 100 200 300 400 

czas [s] 

Rys. 10. Wyznaczanie powierzchni piku koadsorpcyjnego izobutenu z piku chromatograficznego: 

A – koadsorpcyjny pik chromatograficzny metanolu i izobutenu, 

B – pik chromatograficzny metanolu, C – pik chromatograficzny izobutenu wyznaczony z różnicy 

sygnałów (mV) i czasu rejestracji (s) chromatogramu piku A i piku B. 

84

Tabela 4. Weryfikacja za pomocą reguł Boudarta wyznaczonych wartości 

entalpii adsorpcji dla metanolu i izobutenu na sulfonowanym kopolimerze 

Amberlyst 15 

metanol izobuten izobuten* 

Entalpia adsorpcji 

ΔH a (kJ/mol) 

–39,7 –60,2 –64,2 

Standardowa entropia 

adsorpcji 

–92,8 –180,6 –194,3 

o 

Δ S a (J/mol K 1 ) 

Standardowa entropia a 

o 

S 298 

(J/mol K) 

237,4 293,4 293,4 

Reguły Boudarta b 

o 

Δ S a < 0 –22,2 10 (20) 

85

Zależność ta wynika ze zmiany objętości molowej (v g ) cząsteczek w fazie 

gazowej kondensujących na powierzchni adsorbentu i zajmujących objętość 

równą objętości krytycznej v c . Zmiana entropii jest równa: 

0 

⎛ vg 

⎞ 

ΔS 

= − ln 

⎜ 

⎟ ≅ −10 

(cal mol -1 K -1 a 

R 

) 

⎝ vc 

⎠ 

4. Bezwzględna wartość entropii adsorpcji (przeliczona do warunków standardowych) 

powinna spełniać zależność: 

0 

ΔS a 

< 12,2 – 0,0014 ΔH a (21) 

Zależność (21) została wyznaczona jako równanie empiryczne, na podstawie 

pomiarów adsorpcji oraz pomiarów kinetyki reakcji katalitycznych. Wynika 

ona z liniowej zależności pomiędzy entalpią, a entropią adsorpcji. 

PODSUMOWANIE 

Zastosowane rozwiązanie konstrukcyjne dozownika i opracowana 

metoda pomiarowa umożliwia wykonywanie pomiarów adsorpcji i koadsorpcji 

metodą inwersyjnej chromatografii gazowej, co wykazano w niniejszej 

pracy na przykładzie adsorpcji i koadsorpcji metanolu i izobutenu na Amberlyście 

15. 

LITERATURA 

1. Albright R.L., Jakovac I.J.: Catalysis by Fuctionalized Porous Organic 

Polymers, IE 287-6/1985 Rohm & Haas, Philadelphia, PA.19105. 

2. Kunin R., Meitzner E., Oline J., Fisher S.A.: Characterization of Amberlyst 

15, Ind. Eng. Chem. Prod. Res.Dev., 1 (1962) 140-144. 

3. Paryjczak T.: Chromatografia gazowa w badaniach adsorpcji i katalizy, 

PWN, Warszawa 1986. 

4. Wigdegrauz M.S.: Raztchety w gazovoj chromatografii, Izd. Khimija, 

Moskwa, 1978. 

5. Słomkiewicz P.M.: Determination of adsorption equilibrium of alcohols 

and alkenes on a sulfonated styrene divinylbenzene copolymer, 

Adsorption Science & Technology, 24/3 (2006) 239-256. 

6. Lech A.: Program komputerowy KSPD, Metroster, Toruń 1999. 

7. Słomkiewicz P.M.: Determination of the adsorption model of alkenes 

and alcohols on sulfonic copolymer by inverse gas chromatography, 

Journal of Chromatography A. 1034 (2004) 169-174. 

8. Słomkiewicz P.M.: Dozownik do pomiarów adsorpcyjnych, szczególnie 

metodą inwersyjnej chromatografii gazowej, zgłoszenie patentowe, 

czerwiec 2010. 

86

9. Słomkiewicz Piotr M.: Zastosowanie chromatografii gazowej w badaniach 

kinetyki katalitycznej syntezy eterów z alkenów i alkoholi, (monografia) 

Wydawnictwo Akademii Świętokrzyskiej, Kielce 2007. 

10. Origin User`s Manual, Microcal Software. Inc., Northampton MA, USA, 

1997. 

11. Boudart M., Mears D.E., Vannice M.A.: Kinetics of heterogeneous catalytic 

reactions, Ind. Chim. Belge 32 Special No, Vol. I (1967) 281-284. 

87

88

Grzegorz BOCZKAJ 1 , Marian KAMIŃSKI 2 




tel. (58) 347-17-29 

WYKORZYSTANIE CHROMATOGRAFII GAZOWEJ 

DO DESTYLACJI SYMULOWANEJ (SIMDIS). 

AKTUALNY STAN WIEDZY I NOWE PERSPEKTYWY 

Chromatografia gazowa (GC) zajmuje szczególne miejsce w analityce przemysłu 

rafineryjnego i petrochemicznego. Początki chromatografii gazowej i jej dalszy 

rozwój wielokrotnie podyktowane były potrzebami w zakresie analityki naftowej. Jednym 

z ważnych zastosowań GC jest możliwość wykonywania destylacji symulowanej 

(SIMDIS, ang. Simulated Distillation). Na podstawie wartości czasu retencji mieszaniny 

wzorcowych n-parafin o znanej temperaturze wrzenia, wyznacza się na podstawie 

chromatogramu analizowanej próbki jej rozkład temperatury destylacji. 

Stosowane w metodzie SIMDIS kolumny chromatograficzne (pakowane i kapilarne) 

nie zapewniają, pomimo zastosowania niskopolarnej fazy stacjonarnej, pełnej 

zgodności kolejności elucji dla bardziej polarnych składników próbki. Problem stanowi 

również niewystarczająca stabilność fazy stacjonarnej w końcowej temperaturze 

elucji i związany z tym wzrost sygnału detektora. 

Przedstawiono możliwość zastąpienia dotychczas stosowanych kolumn do 

SIMDIS pustą rurką z topionej krzemionki (z ang. Fused silica) o dezaktywowanej 

powierzchni wewnętrznej. Porównano krzywe destylacji uzyskane badaną metodą 

oraz metodą SIMDIS dla frakcji z destylacji próżniowej ropy naftowej. Wykazano stosunkowo 

dużą zbieżność wyników. Porównano wartości temperatury elucji dla niektórych 

n-parafin uzyskiwane obiema metodami. 

Słowa kluczowe: SIMDIS, chromatografia gazowa, GC, destylacja symulowana, 

rozkład temperatury destylacji, analityka produktów naftowych. 

WSTĘP 

Rozkład temperatury destylacji produktów i frakcji naftowych jest ważnym 

parametrem procesowym i użytkowym. Wykonuje się go również dla 

mieszanin innego typu, tj. mieszaniny długołańcuchowych alkoholi, kwasów 

organicznych, lipidów, wosków. Informuje o typie ropy naftowej – zawartości 

poszczególnych frakcji klasyfikowanych na podstawie temperatury wrzenia, 

optymalnych warunkach procesu i efektywności rozdzielenia na frakcje 

w wyniku destylacji atmosferycznej i próżniowej. Jest jednym z parametrów 

jakościowych wielu produktów naftowych i chemicznych. 

Metodą powszechnie stosowaną do czasów opracowania metody 

SIMDIS, stosowaną m.in w przemyśle rafineryjnym, jest metoda klasycznej 

destylacji atmosferycznej [1-2] i próżniowej [3]. W metodzie tej zapisuje się 

objętość zebranego destylatu wraz z temperaturą wskazaną przez termo-

metr w momencie odczytywania poszczególnych objętości zebranego destylatu. 

Wyniki przedstawiane są w formie tabelarycznej lub graficznej - tzw. 

krzywej destylacji – jako procent objętościowy zebranego destylatu w funkcji 

temperatury destylacji. Metoda ta jest jednak czasochłonna oraz wymaga 

dużej ilości próbki. 

Obecnie rozkład temperatury destylacji wykonuje się standardowo 

metodą destylacji symulowanej (SIMDIS). W destylacji symulowanej wykorzystuje 

się technikę gazowej chromatografii (GC) [4-13]. Stosowana jest niskopolarna 

ciekła faza stacjonarna, najczęściej polidimetylosilikon, polidimetylosiloxan 

(PDMS) [4, 5], który ze względu na swoją niską polarność 

powinien umożliwić rozdzielanie analitów zgodnie z ich temperaturą wrzenia. 

Przy wykorzystaniu mieszaniny kalibracyjnej wzorcowych n-parafin o znanych 

temperaturach wrzenia, oznacza się na podstawie uzyskanego chromatogramu 

badanej frakcji jej rozkład temperatury destylacji - procent masowy 

zebranego destylatu w funkcji temperatury wrzenia. Zakłada się tu 

liniową zależność wartości czasu retencji rozdzielanych związków od ich 

temperatury wrzenia. Uzyskaną krzywą destylacji można na podstawie 

współczynników przeliczyć na krzywą destylacji klasycznej – procent objętościowy 

zebranego destylatu w funkcji temperatury wrzenia. Jak podaje norma 

ASTM D 2887 [7] osiągnięcie pełnej zbieżności z destylacją klasyczną 

pod ciśnieniem atmosferycznym zgodną z ASTM D85 i próżniową zgodną 

z D1160 nie jest możliwe. Destylacja klasyczna charakteryzuje się zbyt małą 

„sprawnością”. Zgodność wyników SIMDIS uzyskuje się z metodą ASTM 

D2892 [2] – z kolumną destylacyjną o sprawności ok. 15 półek teoretycznych. 

Wykorzystywane w SIMDIS detektory to detektor płomieniowojonizacyjny 

(FID, ang. Flame Ionization Detector) lub (rzadziej) cieplnoprzewodnościowy 

(TCD, ang. Thermal Conductivity Detector). W przypadku wyznaczania 

rozkładu temperatury destylacji związków siarki w badanych materiałach, 

najczęściej stosowany jest detektor chemiluminescencji siarki 

(SCD, ang. Sulfur Chemiluminescence Detector). Jednoczesną rejestrację 

przebiegu destylacji symulowanej dla kilku pierwiastków jednocześnie zapewnia 

detektor emisji atomowej (AED, ang. Atomic Emission Detector). 

Porównanie wyników uzyskiwanych obiema metodami (klasyczną 

i symulowaną destylacją) w wielu przypadkach wskazuje na pewne, a czasem 

nawet znaczne rozbieżności w kształcie krzywych destylacji oraz wyznaczonych 

temperaturach początku i końca destylacji. Związane jest to 

z oddziaływaniami analitów z fazą stacjonarną oraz zawartością w mieszaninie 

bardziej polarnych składników, które nie są eluowane zgodnie z temperaturą 

wrzenia względem n-parafin. Przy wysokim udziale związków polarnych 

w próbce, kształt krzywej destylacji SIMDIS wykazuje znaczne 

odchylenia od krzywej uzyskanej klasyczną destylacją [14-15]. Z tego powodu 

dla wielu mieszanin średnio i wysoko polarnych metoda SIMDIS nie jest 

stosowana i w wielu przypadkach pomimo dostępności aparatury do metody 

SIMDIS, wykonuje się klasyczną destylację. W celu sprawdzenia i re-kalibracji 

rozkładu temperatury destylacji wyznaczonych metodą SIMDIS stosuje się 

materiały referencyjne o znanym rozkładzie temperatury destylacji. 

90

Kolumna, a przede wszystkim faza stacjonarna do GC stosowana 

w metodzie SIMDIS musi być stabilna w temperaturach 350-410 o C, ponieważ 

w tej temperaturze eluowane są długołańcuchowe węglowodory wchodzące 

w skład cięższych frakcji naftowych, dla których m.in. wykonuje się 

krzywą destylacji. Obecnie stosowane kolumny kapilarne z ciekłą fazą stacjonarną 

(w kolumnach pakowanych ten problem był znacznie bardziej wyraźny) 

nie zapewniają dostatecznie wysokiej stabilności w końcowej temperaturze 

analizy, co skutkuje ujściem fazy stacjonarnej z kolumny (tzw. 

krwawienie kolumny ang. column bleeding). Jest to zjawisko niekorzystne. 

Obecne trendy na świecie, zmierzają w kierunku opracowania faz stacjonarnych 

stabilnych termicznie w temperaturach powyżej 350 o C. Ma to wyeliminować 

występujące w metodzie SIMDIS niedoskonałości – ujście fazy stacjonarnej 

w końcowej temperaturze rozdzielania, związany z tym wzrost 

sygnału i spadek czułości detekcji wysokowrzących składników próbki oraz 

końcowej temperatury destylacji, a także zmiany wartości czasu retencji. 

Zmniejsza to również „żywotność” kolumny i wymusza częstsze wymiany na 

nowe (w przypadku opcji „HT” – z przebiegiem do temperatury 410 o C kolumnę 

wymienia się średnio co 150 analiz [15]). Ubocznie, w związku z wysoką 

temperaturą rozdzielania część chromatografowanych związków może 

ulegać rozkładowi termicznemu. 

Obecnie stosowanym rozwiązaniem jest prowadzenie częstej rekalibracji 

wartości czasu retencji substancji wzorcowych (n-parafin) oraz rejestrowanie 

przebiegu linii bazowej po zadozowaniu czystego rozpuszczalnika 

(tzw. „pusty przebieg”), a następnie odejmowanie sygnału od sygnału zarejestrowanego 

dla próbki. W przypadku analiz cięższych frakcji naftowych 

oraz ropy naftowej wymagana jest rejestracja pustego przebiegu przed każdą 

analizą. W przypadku elucji związków w temperaturze powyżej 350 o C, 

zachodzi również częściowy ich rozkład termiczny. Problem stanowi, także 

niecałkowita elucja ciężkich związków obecnych w próbce ze względu na niską 

lotność oraz oddziaływania z fazą stacjonarną [15, 16]. W związku z występowaniem 

oddziaływań z fazą stacjonarną retencja substancji w zależności 

od ich polarności jest w pewnym stopniu zależna od tych oddziaływań. 

Stąd przed przystąpieniem do wykonywania analiz, należy sprawdzić wielkość 

odchyleń wyznaczonej krzywej destylacji dla tzw. oleju referencyjnego. 

W związku z powyższym metoda SIMDIS jest mimo wszystko stosunkowo 

czasochłonna i kosztowna ze względu na konieczność częstej wymiany 

kolumn. 

W niniejszej pracy przedstawiono możliwość zastąpienia dotychczas 

stosowanych w metodzie SIMDIS kolumn, pustą rurką z topionej krzemionki 

(FST ,ang. Fused Silica Tubing) o powierzchni dezaktywowanej grupami metylowymi. 

Opracowane rozwiązanie proponuje się określać akronimem 

EC-GC (ang. Empty Column Gas Chromatography). 

91

METODYKA 

Materiały: 

- Mieszanina wzorcowa SIMDIS 2887 Extended - n-parafiny od C 5 – C 60 

(AC Analytical Controls). 

- Frakcje naftowe z destylacji próżniowej ropy naftowej (B-D) – otrzymane 

z Grupy LOTOS S.A. 

- dwusiarczek węgla (>99% (GC), Fluka Analytical) 

Aparatura: 

SIMDIS – badania wykonano w Lotos LAB Sp. z o.o. (Grupa LOTOS S.A.) 

- Chromatograf gazowy Hewlett Packard 5890 Series II, 

- Oprogramowanie HP 3365 GC ChemStation 

EC-GC: 

- Chromatograf gazowy Perkin Elmer 8500, 

- Oprogramowanie Turbochrom ver. 6.1.1 

Przygotowanie roztworu wzorcowego i badanych próbek 

Roztwór wzorcowych n-parafin oraz roztwory badanych materiałów sporządzono 

poprzez rozpuszczenie naważki w dwusiarczku węgla w stosunku 

masowym ok. 1:100. 

Warunki analizy: 

Próbki dozowano ręcznie za pomocą mikrostrzykawki w objętości 1 μl. Dla 

każdej z próbek wykonano dwie analizy. 

SIMDIS: 

- Gaz nośny: Hel 19 ml/min; 

- Kolumna: SGE (BPX 1) 10 m x 0.53 mm x 0.9 μm; 

Program temperatury: temperatura początkowa: 35 o C, narost 10 o C/min 

do 375 o C, temperatura końcowa: 375 o C utrzymywana 3 min; 

- Dozownik on-column typu PTV (ang. programmable temperature vaporization): 

temperatura początkowa: 100 o C, narost 70 o C/min do 375 o C, 

temperatura końcowa: 375 o C;- Temperatura detektora FID: 375 o C. 

EC-GC: 

- Gaz nośny: Hel 10 ml/min; 

- Kolumna: pusta rurka z topionej krzemionki (FST, Restek), powierzchnia 

wewnętrzna dezaktywowana grupami metylowymi, 30,0 m x 0,32 mm 

(ID); 

Program temperatury: temperatura początkowa: 35 o C utrzymywana 

10 minut, narost 4 o C/min do 300 o C, temperatura końcowa: 300 o C utrzymywana 

20 min; 

- Dozownik typu Split/splitless, w trybie splitless: temperatura początkowa: 

35 o C utrzymywana 10 minut, narost 20 o C/min do 300 o C, temperatura 

końcowa: 300 o C; - Temperatura detektora FID: 345 o C. 

92

Wyznaczenie krzywej destylacji: 

Przed analizą każdej z badanych frakcji, zarejestrowano tzw. pusty 

przebieg, tj. Dozowano czysty dwusiarczek węgla w identycznych warunkach 

chromatograficznych jak dla badanych materiałów naftowych. 

Dla otrzymanych chromatografów frakcji B-D wykonano kompensację 

tła, tj. od chromatogramu danej frakcji odjęto chromatogram zarejestrowany 

dla czystego rozpuszczalnika. Na podstawie uzyskanego chromatogramu 

wyznaczono krzywą destylacji - % masowy oddestylowanej próbki w funkcji 

temperatury destylacji. 

W celu wykonania krzywej destylacji, podzielono otrzymany pik chromatograficzny 

na części, tak aby każda część stanowiła 5% całego piku. 

W celu uzyskania zakresu od 5% do 95% pola powierzchni całego piku, dodawano 

do siebie kolejne części piku. Z chromatogramu odczytano wartości 

czasu retencji odpowiadające granicy każdej z części. Odczytano również 

wartość czasu retencji, w którym uzyskano 0,5% pola powierzchni piku – 

wartość ta odpowiada wartości początkowej temperatury destylacji (ang. Initial 

boiling point - IBP) oraz wartość czasu retencji, w którym uzyskano 

99,5% wartości pola powierzchni piku – wartość ta odpowiada wartości końcowej 

temperatury destylacji (ang. Final boiling point - FBP). W celu wyznaczenia 

krzywej destylacji wykonano wykres zależności % pola powierzchni 

piku (poprzez sumowanie kolejnych powierzchni oraz podzielenie otrzymanych 

sum przez pole powierzchni piku, a następnie pomnożenie przez 

100%) w funkcji temperatury wrzenia odpowiadającej wartości czasu retencji 

granicy odciętej części piku. Przeliczenie wartości czasu retencji na temperaturę 

wrzenia wykonano, poprzez interpolację temperatury wrzenia dla odczytanej 

wartości czasu retencji w oparciu o kalibrację zależności temperatury 

wrzenia wzorców n-parafin od wartości czasu retencji. 


Na rysunkach 1-3 przedstawiono chromatogramy uzyskane odpowiednio 

metodą SIMDIS oraz EC-GC. 

Rysunek 1. Chromatogramy frakcji B wykonane metodą SIMDIS (po lewej) i EC-GC (po prawej) 

93

Rysunek 2. Chromatogramy frakcji C wykonane metodą SIMDIS (po lewej) i EC-GC (po prawej) 

Rysunek 3. Chromatogramy frakcji D wykonane metodą SIMDIS (po lewej) i EC-GC (po prawej) 

W tabeli 1 przedstawiono zestawienie punktów krzywej destylacji frakcji 

B, C i D z destylacji próżniowej ropy naftowej. Dla każdej krzywej obliczono 

różnice w temperaturze destylacji pomiędzy SIMDIS a EC-GC dla każdego 

punktu krzywej. 

Jak wynika z tabeli 1, osiągnięto stosunkowo dużą zbierzność wyników. 

Różnice wyznaczonej temperatury początku destylacji destylacji (IBP) 

wyniosły od 0,37 do 2 o C, a temperatury końca destylacji (FBP) – od 0,9 do 

2 o C. Różnice temperatur destylacji dla poszczególnych interwałów procentu 

masowego wyniosły od 0,87 do 8,5 o C (Fr. B), od 1,8 do 8,9 o C (Fr. C) oraz 

od 0,9 do 10,4 o C (Fr. D). 

94

Tabela 1. Wyznaczone wartości procentu masowego destylatu w funkcji 

temperatury destylacji (wartości średnie, n=2) oraz różnica wyznaczonych 

temperatur 

% 

mas. 

dest. 

SIMDIS 

Wg 

ASTM 

2887E 

T SIMDIS 

Frakcja B Frakcja C Frakcja D 

SI- 

SI- 

MDIS 

MDIS 

Wg 

Wg 

ASTM EC- 

ASTM EC- 

EC-GC Różnica 2887E GC Różnica 2887E GC Różnica 

T EC-GC temp. T SIMDIS T EC-GC temp. T SIMDIS T EC-GC temp. 

[°C] [°C] ΔT [°C] [°C] ΔT [°C] [°C] ΔT 

0,5 

(IBP) 

352,5 352,13 0,37 387,5 384,7 2,8 425,5 424,5 1 

5 387,5 379 8,5 432 423,1 8,9 468,5 458,1 10,4 

10 398,5 391,2 7,3 444,5 436,1 8,4 483 473,2 9,8 

15 405 398,4 6,6 451,5 442,7 8,8 492,5 484,7 7,8 

20 410 404,1 5,9 457,5 449,9 7,6 499,5 489,7 9,8 

25 414 408,3 5,7 462,5 454,7 7,8 505 496,6 8,4 

30 418 411,3 6,7 467 459,8 7,2 510 501,2 8,8 

35 421,5 415,9 5,6 471 462,9 8,1 514,5 506 8,5 

40 424,5 418,6 5,9 475 468,9 6,1 518,5 510 8,5 

45 427 422,5 4,5 479 472 7 522 513,8 8,2 

50 430 425,7 4,3 482,5 476,1 6,4 525,5 517,9 7,6 

55 432,5 427,4 5,1 486,5 480,3 6,2 529 522,2 6,8 

60 435 430,4 4,6 490,5 484 6,5 532 525 7 

65 437,5 432,4 5,1 495 488,1 6,9 535 528 7 

70 440 434,7 5,3 499 492,2 6,8 538 531,3 6,7 

75 442,5 437,2 5,3 503,5 496,4 7,1 541,5 534,4 7,1 

80 445,5 440,1 5,4 508 500,7 7,3 545 537 8 

85 448 443,8 4,2 513,5 505 8,5 548 541,1 6,9 

90 451,5 447,6 3,9 520,5 511,8 8,7 553 548 5 

95 456,5 451,1 5,4 529,5 521,9 7,6 559,5 554 5,5 

99,5 

(FBP) 

470,5 472,5 -2 548,5 550,3 -1,8 579 578,1 0,9 

∆T= T SIMDIS (% masowy i ) – T ZR (% masowy i ) 

95

Na podstawie danych z tabeli 1 wyznaczono graficzne krzywe destylacji 

przedstawione na poniższym rysunku 4. 

Rysunek 4. Krzywe destylacji Frakcji B, C i D 

Po wykonanych analizach porównano chromatogramy pustych przebiegów 

zarejestrowanych po analizie próbki każdej z frakcji. Nie stwierdzono 

wzrostu sygnału linii bazowej. Po zakończeniu analiz frakcji próbek naftowych, 

wykonano ponowną kalibrację wartości czasu retencji w funkcji temperatury 

wrzenia. Nie stwierdzono zmian wartości czasu retencji względem 

wykonanej uprzednio kalibracji. 

Wykorzystanie pustej rurki z topionej krzemionki posiada wiele zalet 

wymienionych we wstępie do niniejszej pracy. Jedną z głównych zalet jest 

maksymalne ograniczenie oddziaływań rozdzielanych związków z fazą stacjonarną. 

Brak oddziaływań pozwala w maksymalny sposób uzależnić retencję 

składników próbki od ich temperatury wrzenia. Z tego powodu zastosowanie 

niniejszego rozwiązania posiada ograniczenia w postaci zbyt niskiej 

retencji niskowrzących substancji. Stąd w temperaturach początkowych, pozwalających 

na możliwie szybkie schłodzenie pieca chromatografu po analizie 

(bez stosowania czynników chłodzących typu dwutlenek węgla czy ciekły 

azot), tj. 35 o C, zadowalające rozdzielenie osiągalne jest dla n-parafin o temperaturze 

wrzenia powyżej 151 o C (n-nonan). W przypadku n-nonanu osiągnięto 

całkowite rozdzielenie (do podstawy) od dwusiarczku węgla – waru- 

96

nek ten (powrót sygnału detektora po elucji rozpuszczalnika do poziomu linii 

bazowej) jest konieczny w przypadku wykonywania symulowanej destylacji. 

W celu przedstawienia „efektywności” obniżenia temperatury elucji 

w EC-GC porównano (tabela 2) wartości uzyskiwane „typowo” w SIMDIS 

w wartościami temperatury elucji uzyskanymi z zastosowaniem warunków 

EC-GC. 

Tabela 2. Porównanie temperatury elucji długołańcuchowych n-parafin dla 

trzech typów kolumn dedykowanych destylacji symulowanej 

n-alkan 

Kolumna 

pakowana 

do SIMDIS* [17] 

Temperatura elucji [°C] 

Kolumna 

kapilarna do 

SIMDIS** [17] 

EC-GC*** 

C20 208 182 102 

C24 242 215 110 

C28 271 245 124 

C32 298 274 150 

C36 320 300 173 

C40 340 320 192 

C44 350 320 209 

* Chromosorb P AW, 20”x1/8”, 10% UCW-982, Program temp.: od -20 o C do 350°C (utrzymywana 

5 minut) 20 o C/min, gaz nośny: hel, 30 ml/min, 

** Petrocol 2887, 5,0 m x 0,53 mm ID x 0,5 µm, Program temp.: od -20 o C do 320°C (utrzymywana 

5 minut) 20 o C/min, gaz nośny: azot, 6 ml/min, 

*** Podano w części metodyka. 

Jak wynika z tabeli 2, osiągane obniżenie temperatury elucji w przypadku 

EC-GC względem SIMDIS wynosi od 60 o C dla eikozanu (n-C20) do 

128 o C dla tetrakontanu (n-C40). Stanowi to istotny aspekt praktyczny 

w przypadku rozdzielania wysokowrzących mieszanin. Przewiduje się, że 

EC-GC może znaleźć zastosowanie również w rozdzielaniu związków niestabilnych 

termicznie. 

Oprócz zastosowań stricte „analitycznych”, technika EC-GC stanowi 

również warte odnotowania, możliwe do wdrożenia „narzędzie” w skali semipreparatywnej 

i preparatywnej. Warta uwagi, jest możliwość zastosowania 

kolumn pakowanych przy założeniach techniki EC-GC do preparatywnego 

wydzielania frakcji. 

PODSUMOWANIE 

W pracy przedstawiono możliwość wykonywania symulacji destylacji 

z zastosowaniem pustej rurki z topionej krzemionki. Uzyskane rezultaty 

wskazują na duży potencjał EC-GC, zarówno do zastosowań analitycznych 

przedstawionych w pracy, jak również potencjalnie do zastosowań preparatywnych. 

97


Autorzy pragną podziękować Zarządowi i pracownikom Lotos LAB Sp. z o.o. 

(Grupa LOTOS S.A.) za pomoc w realizacji niniejszej pracy. 

LITERATURA 

1. ASTM D86: Test Method for Distillation of Petroleum Products 

at Atmospheric Pressure. 

2. ASTM D2892: Test Method for Distillation of Crude Petroleum 

(15-Theoretical Plate Column). 

3. ASTM D1160: Test Method for Distillation of Petroleum Products 

at Reduced Pressure. 

4. Green L.E., Worman J.C.: Simulated Distillation of High Boiling Petroleum 

Fractions, Anal. Chem., 37, 1620 (1965). 

5. Green L.E., Schumauch L.J., Worman J.C.: Simulated Distillation by 

Gas Chromatography, Anal. Chem., 36, 1512 (1964). 

6. US Patent 4,786,475 (22.11.1988): Trestianu S., Manuri F., Saravelle 

C., Equipment for the simulated distillation by means of gas chromatography 

with non vaporizing direct injection. 

7. ASTM D2887: Standard Test Method for Boiling Range Distribution of 

Petroleum Fractions by Gas Chromatography. 

8. ASTM D3710: Test Method for Boiling Range Distribution of Gasoline 

and Gasoline Fractions by Gas Chromatography. 

9. ASTM D5307: Standard Test Method for Determination of Boiling Range 

Distribution of Crude Petroleum by Gas Chromatography. 

10. ASTM D7096: Standard Test Method for Determination of the Boiling 

Range Distribution of Gasoline by Wide-Bore Capillary Gas Chromatography. 

11. ASTM D6352: Standard Test Method for Boiling Range Distribution 

of Petroleum Distillates in Boiling Range from 174 to 700 o C by Gas 

Chromatography. 

12. ASTM D7169: Standard Test Method for Boiling Point Distribution 

of Samples with Residues Such as Crude Oils and Atmospheric and 

Vacuum Residues by High Temperature Gas Chromatography. 

13. ASTM D7213: Standard Test Method for Boiling Range Distribution 

of Petroleum Distillates in the Boiling Range from 100 to 615 o C by Gas 

Chromatography. 

14. Roussis S.G., Fitzgerald W.P.: Gas Chromatographic Simulated Distillation-Mass 

Spectrometry for the Determination of the Boiling Point Distributions 

of Crude Oils, Anal. Chem., 72 (2000), 1400-1409. 

15. Durand J.P., Bré A., Béboulène J.J., Ducrozet A., Carbonneaux S.: Improvement 

of Simulated Distillation Methods by Gas Chromatography in 

Routine Analysis, Oil & Gas Science and Technology – Rev. IFP, 54 

(1999), 431-438. 

98

16. Reddy K.M., Wei B., Song C.: High-temperature simulated distillation 

GC analysis of petroleum resids and their products from catalytic 

upgrading over Co-Mo/Al 2 O 3 catalyst, Catalysis Today, 43 (1998), 

187-202. 

17. Supelco Bulletin 864A: Simulated Distillation of Petroleum Products by 

Packed Column and Capillary Column GC. 

99

100

Iwona KIERSZTYN 1 , Anita SIŁAK 1 , Paweł PISZCZ 1 , Anna LAMERT 1 , 

Krzysztof KURZAK 1 , Mariusz S. KUBIAK 2 , Bronisław K. GŁÓD 1 

1 

Zakład Chemii Analitycznej, Instytut Chemii, Akademia Podlaska, 


2 


Katedra Procesów i Urządzeń Przemysłu Spożywczego, Wydział Mechaniczny, 

Politechnika Koszalińska, Koszalin 

ZASTOSOWANIE RP-HPLC Z DETEKCJĄ 

ELEKTROCHEMICZNĄ DO ANALIZY KOMPLEKSÓW 

NIKLU Z ZASADAMI SCHIFFA 

Kompleksy metali z zasadami Schiffa znane są od końca XIX wieku. Związki 

te wzbudzają zainteresowanie ze względu na obecność ugrupowania iminowego 

RCH=NR’ w chemii koordynacyjnej oraz w badaniach procesów metabolicznych zachodzących 

w organizmach żywych. Zasady Schiffa tworzą z metalami grup przejściowych 

kompleksy o różnej strukturze, stabilizując różne stopnie utleniania tychże 

metali. 

W pracy przedyskutowano rozdział kompleksów niklu (II) z pięcioma ligandami, 

zasadami Schiffa. Zostały one rozdzielone w układzie faz odwróconych. Z danych 

literaturowych wiadomo, że zarówno jon centralny jak i ligandy badanych kompleksów 

ulegają reakcją utleniania i redukcji. Okazało się jednakże, że w niektórych 

przypadkach detektor elektrochemiczny charakteryzował się dużą niepewnością pomiaru 

i/lub małą czułością. Elektrochemiczne własności kompleksów zbadano za 

pomocą woltamperometrii cyklicznej. Okazało się, że niektóre z nich adsorbowały się 

na elektrodzie i/lub tworzyły przewodzące polimery na powierzchni elektrody, w rozpuszczalnikach 

o niskiej liczbie donorowej. 

WPROWADZENIE 

Kompleksy metali z zasadami Schiffa znane są od ponad 100 lat. 

Przedmiotem badań niniejszej pracy są kompleksy niklu (II) z czterodonorowymi 

zasadami Schiffa, pochodnymi acetyloacetonu, aldehydu naftalowego 

i aldehydu salicylowego (rys. 1) [1-6]. Zarówno jon centralny jak i ligandy 

ulegają reakcją utleniania, jak również redukcji [7]. W pracy pokazano możliwość 

analizy kompleksów rozdzielonych w układzie faz odwróconych. Do 

monitorowania związków zastosowano detektor amperometryczny. 

101

CZĘŚĆ EKSPERYMENTALNA 

Aparatura 

Pomiary chromatograficzne przeprowadzono na zestawie HPLC 

z dwoma detektorami, fotometrycznym i elektrochemicznym. W jego skład 

(Knauer, Berlin, Niemcy) wchodził system naboru danych (Interface Box), 

czterokanałowy odgazowywacz K-5004, podstawka na zbiorniki eluentu 

K-1500, mieszadło eluentu (Dynamic Mixing Chamber), gradientowa pompa 

HPLC K-1001, detektor spektrofotometryczny (DAD) K-2600, detektor amperometryczny 

(Recipe, Berlin, Niemcy) ClinLab EC 3000, oprogramowanie 

ClarityChrom, autosampler Basic+ marathon (Spark Holland, Emmen, 

Holandia), termostat powietrzny (Industrial Electronics, Langenzersdorf, 

Austria) oraz kolumna Kromasil 100 RP-18 5 μm, 250x4 mm I.D. (Besta- 

-Technik, Wilhelmsfeld, Niemcy). 

Właściwości elektrochemiczne kompleksów zbadano używając potencjostatu 

Autolab PGSTAT 20 (ECO Chemie, Utrecht, Holandia). Pt o powierzchni 

0,0314 cm 2 użyto jako elektrody pracującej, drut platynowy stanowił 

elektrodę pomocniczą. Potencjały mierzono względem elektrody Ag/AgCl 

(1 mol dm -3 KCl). 

Odczynniki 

W badaniach stosowano odczynniki – metanol HPLC grade, acetonitryl, 

DMSO, DMF, nadchloran czterobutyloamoniowy (TBAP) i nadchloran 

czteroetyloamoniowy (TEAP) pochodziły z Sigma (St. Louis, MO, USA), aceton, 

chlorek metylenu i chloroform z Chempur (Piekary Śląskie, Polska). Pozostałe 

odczynniki (Sigma, St. Louis, USA; Fluka, Buchs, Switzerland; 

i POCh, Gliwice, Poland), czyste do analizy, były stosowane bez dalszego 

oczyszczania. Do przygotowywania roztworów stosowano czterokrotnie destylowaną 

z kwarcu wodę. 

Procedury 

Badane kompleksy (rys. 1) ([Ni(acacen)]·0,5 H 2 O - N,N`-bis(acetyloacetonato)-etylenodiamina 

nikiel (II); [Ni(Brsalen)] - N,N`-bis(5-bromo-2- 

-hydroksybenzylideno)-etylenodiamina niklu (II); Ni(napen)]]·0,5H 2 O kompleks 

N,N`-bis(2-hydroksynaftalideno)-etylenodiamina niklu (II); [Ni(nappn)]·0,5 H 2 O - 

N,N`-bis(2-hydroksynaftalideno)-propano-1,3-diamina niklu (II); [Ni(salpn)] 

N,N`-bis(2-hydroksybenzylideno)-propano-1,3-diamina niklu (II)) zostały otrzymane 

zgodnie z procedurami opisanymi w literaturze [8]. 

Do pomiarów elektrochemicznych sporządzano roztwory o stężeniu 

10 -3 mol/dm 3 . Przed każdym pomiarem elektroda pracująca była czyszczona 

(polerowana) na tlenku glinu o grubości ziaren 0,05 mm. Wszystkie pomiary 

były prowadzone w środowisku bezwodnym, w obecności elektrolitu podstawowego 

i w temperaturze pokojowej. Objętość badanych roztworów 

w naczyniu elektrolitycznym zawsze wynosiła 10 ml. Przed wykonaniem pomiarów 

roztwory zostały odtlenione poprzez przepuszczenie strumienia 

102

H 3 

C CH 3 

C O O C 

H C 

Ni 

C H 

C N N C 

H 

H 

H 2 

C CH 2 

N,N`-bis(acetyloacetonato)-etylenodiamino nikiel(II), [Ni(acacen)]·0,5 H 2 O 

C 

O 

N 

Ni 

H H 

(CH 2 

) 3 

N,N`-bis(2-hydroksybenzylideno)-propano-1,3-diamino nikiel(II), [Ni(salpn)] 

O 

N 

C 

O O 

Ni 

C N N C 

H 

H 

H 2 

C CH 2 

N,N`-bis(2-hydroksynaphthalideno)-etylenodiamino nikiel(II), [Ni(napen)]·0,5 H 2 O 

C 

O 

N 

Ni 

H 

(CH H 

2 

) 3 

N,N`-bis(2-hydroksynaftalideno)-propano-1,3-diamino nikiel(II), [Ni(nappn)]·0,5 H 2 O 

Br 

O O 

Br 

Ni 

C N N C 

H 

H 

H 2 

C CH 2 

N,N`-bis(5-bromo-2-hydroksybenzylideno)-ethylenodiamino nikiel(II), [Ni(Brsalen)] 

Rys. 1. Wzory strukturalne badanych kompleksów niklu z zasadami Schiffa 

O 

N 

C 

103

argonu (5 minut w roztworze i 5 minut nad roztworem). Krzywe woltamperometryczne 

zostały zarejestrowane przy różnych szybkościach polaryzacji 

i w różnych zakresach potencjału. 

Wszystkie pomiary chromatograficzne były przeprowadzane w układzie 

faz odwróconych przy przepływie 1 ml/min, w temperaturze 20 o C. Przed 

przystąpieniem do analizy chromatograficznej kolumnę chromatograficzną 

stabilizowano w temp. 20 o C w przepływie fazy ruchomej przez 1 h. Jako fazę 

ruchomą w pomiarach chromatograficznych stosowano roztwór 0,1 M NaClO 4 

w metanolu lub mieszaninie metanol/woda 80/20% obj./obj. 20 μl próbki było 

wstrzykiwane na kolumnę za pomocą autosamplera. Detektor amperometryczny 

był czyszczony elektrochemicznie poprzez potencjału z utleniającego 

(+0,8 V) na redukujący (-1,1 V) przez 2 s, a raz na tydzień rozbierany 

i czyszczony był pastą diamentową na papierze wodnym. 

Statystyka 

Każdy pomiar był trójkrotnie powtarzany, a średnia z uzyskanych 

pomiarów stanowiła wynik ostateczny. Niepewność pomiaru wyznaczono testem 

t-Studenta zmiennych zależnych, dla poziomu ufności p

6,0x10 -6 

4,0x10 -6 

2,0x10 -6 

0,0 

-2,0x10 -6 

i[A] 

-4,0x10 -6 

-6,0x10 -6 

-8,0x10 -6 

-1,0x10 -5 

-1,2x10 -5 

-2,0 -1,5 -1,0 

E[V] 

100 mV s -1 

50 mV s -1 

20 mV s -1 

10 mV s -1 

Rys. 2. Krzywe woltamperometryczne (a) [Ni(salpn)] w 10 mM roztworze ACN/TBAP, zarejestrowane 

z różnymi szybkościami polaryzacji: 0,1; 0,05; 0,02; 0,01 Vs -1 , zakres polaryzacji elektrody 

[0; -2,0 V]. 

-4 

0.4x10 

-4 

0.3x10 

0.2x10 -4 

0.1x10 -4 

i [A] 

0 

-0.1x10 -4 

-4 

-0.2x10 

-4 

-0.3x10 

-4 

-0.4x10 

-0.5x10 -4 

0 0.3 0.5 0.8 1.0 1.3 1.5 

E [V] 

Rys. 3. Krzywe woltamperometryczne, [Ni(salpn)] w 10 mM roztworze ACN/TBAP, zakres polaryzacji 

elektrody [0; 1,5 V] 

Okazało się, że kompleksy niklu z zasadami Schiffa mogą być rozdzielane 

w układzie faz odwróconych. Ze względu na to, że są to związki 

elektroaktywne zastosowano detekcję elektrochemiczną w zakresie potencjałów 

zarówno utleniania (rys. 4) jak i redukcji (rys. 5). Z badań elektrochemicznych 

wynikało, że badane kompleksy są nietrwałe (ulegają hydrolizie) 

w roztworach wodnych. Z kolei w rozpuszczalnikach o niskich wartościach 

liczb donorowych nieodwracalnie adsorbują się na elektrodzie bądź ulegają 

105

elektropolimeryzacji. Dlatego też jako fazę ruchomą zastosowano czysty metanol 

(LD = 19 kcal/mol). Jako elektrodę pracującą zastosowano elektrodę 

platynową, ponieważ jest ona bardziej stabilna w roztworach niewodnych. 

Okazało się, że w dodatnim (utleniającym) zakresie potencjałów można 

oznaczać wszystkie badane kompleksy (rys. 4), w ujemnym (rys. 5) ujemny 

pik zaobserwowano dla acacenu, niewielkie dodatnie dla napenu i salpnu. 

Rys. 4. Chromatogram kompleksów niklu z zasadami Schiffa (wymienionymi w kolejności pojawiania 

się na chromatogramie) - salen (1), acacen (2), nappn (3), napen (4) i salpn (5). Warunki 

chromatograficzne: kolumna - Kromasil 100 C18, 5 μm, 250 x 4.0 mm I.D.; faza ruchoma 

– 0,1 M NaClO 4 w metanol/woda 80/20 v/v.; detektor – elektochemiczny, 0,8 V, (GC, vs. 

Ag/AgCl); szybkość przepływu – 1.0 ml/min.; nastrzyk – 20 μl 

Rys. 5. Chromatogram HPLC kompleksów niklu z zasadami Schiffa. Warunki chromatograficznetak 

jak na rys. 4, z wyjątkiem potencjału elektrody pracującej: -0,4 V 

WNIOSKI 

Salenowe kompleksy niklu (II) mogą być rozdzielane za pomocą wysokosprawnej 

chromatografii cieczowej w układzie faz odwróconych. Związki 

mogą być monitorowane za pomocą detektora amperometrycznego z platynową 

elektrodą pracującą w zakresie potencjałów utleniania. Jako fazę ru- 

106

chomą zastosowano metanol. W wodzie kompleksy ulegały hydrolizie, natomiast 

w rozpuszczalnikach o niskich wartościach liczby donorowej utleniały 

się tworząc elektropolimery, co zostało potwierdzone badaniami woltametrycznymi. 

LITERATURA 

1. Shirley D.A.: Chemia organiczna, WNT, Warszawa 1967. 

2. Khalil M.E.: J. Coord. Chem., 54(2000)12. 

3. Osman A.H.: Transit. Met. Chem., 31(2006)35. 

4. Sallam S.A.: Transit. Met. Chem., 31(2006)46. 

5. Cindrić M., Strukan N., Vrdoljak V., Kajfež T., Kamenar B.: Croatica 

Chim. Acta., 76(2003)157. 

6. Sousa C., Freire C., de Castro B.; Molecules, 8(2003)894. 

7. Vilas-Boas M., Freire C., de Castro B., Hillman A.R.: J. Phys. Chem. 

B 1998, 102, 8533-8540. 

8. Gonciarz A.: Thesis, AP 2007. 

107

108

Elżbieta WŁODARCZYK, Paweł K. ZARZYCKI 

Zakład Toksykologii i Bioanalityki, Politechnika Koszalińska, 

ul. Śniadeckich 2, 75-453 Koszalin 

e-mail: ewlod@wbiis.tu.koszalin.pl 

ZASTOSOWANIE CHROMATOGRAFII 

W ANALIZIE MODULATORÓW HORMONALNYCH 

WYSTĘPUJĄCYCH W ŚRODOWISKU 

Modulatory hormonalne (Endocrine Disrupting Compounds; EDCs) są to egzogenne 

substancje chemiczne, naturalne, jak i syntetyczne, zakłócające aktywność 

hormonów, głównie sterydowych, u ludzi i zwierząt. Stanowią one niejednorodną 

grupę związków o różnej budowie chemicznej, właściwościach i wywoływanym efekcie 

biologicznym. Do substancji tych zalicza się między innym: pestycydy, fenole, ftalany, 

wielopierścieniowe węglowodory aromatyczne, polichlorowane bifenyle, dioksyny 

oraz sterydy, w szczególności naturalne i syntetyczne estrogeny. W pracy 

przedstawiono przegląd literatury dotyczący zastosowania chromatografii w oznaczaniu 

ilościowym substancji typu EDCs w próbkach środowiskowych, ze szczególnym 

uwzględnieniem ekosystemów wodnych. 

PROBLEM MODULATORÓW HORMONALNYCH W ŚRODOWISKU 

Modulatory hormonalne (Endocrine Disrupting Compounds; EDCs) są 

to egzogenne substancje chemiczne, naturalne, jak i syntetyczne, zakłócające 

aktywność hormonów, głównie sterydowych, u ludzi i zwierząt. Stanowią 

one niejednorodną grupę związków o różnej budowie chemicznej, właściwościach 

i wywoływanym efekcie biologicznym. Do substancji tych zalicza 

się między innym: 

1. pestycydy [1-14], 

2. fenole [3, 10], 

3. alkilofenole [1, 2, 7, 8, 15, 16, 17, 18], 

4. nonylfenole [19, 20, 21, 22, 23, 24], 

5. polietoksynonylofenole [18], 

6. ftalany [2, 3, 4, 7, 9, 10, 17], 

7. estry ftalowe [19, 20, 23, 25], 

8. wielopierścieniowe węglowodory aromatyczne [1, 8], 

9. plastyfikatory ftalanowe [1, 8], 

10. polichlorowane bifenyle (PCB) [1-5, 8, 13, 15, 19, 20, 23], 

11. dioksyny [1-4, 6, 8, 13, 15, 19, 20, 23], 

12. polibromowane etery fenylowe [3], 

13. środki powierzchniowoczynne [4, 5, 12, 13, 17], 

14. bisfenol A [2, 12, 15, 21, 22, 24, 26], 

15. plastyfikatory [6, 13], 

16. fitoestrogeny [1, 2, 4, 5, 10, 12, 14, 15, 19, 20, 23], 

17. naturalne i syntetyczne estrogeny [1, 2, 5, 7, 8, 12, 13, 15, 16, 18, 19, 

21, 23, 26]. 

109

Przyjmuje się, że do substancji o najsilniejszym działaniu modulującym 

systemy hormonalne należą związki pochodzące z przemysłu chemicznego 

(bisfenol A, alkilofenole, polichlorowane bifenyle, estry ftalowe, pestycydy 

m.in. DDT, metoksychlor, chlordekon) [7, 27] oraz z przemysłu farmaceutycznego. 

Te ostatnie wchodzą w skład środków antykoncepcyjnych [2, 4, 7, 

28, 29], jak również preparatów leczniczych stosowanych w zmniejszaniu 

niekorzystnych efektów występujących w menopauzie [1, 2, 4, 10, 28, 29] 

oraz postmenopauzie [1, 10, 29]. Preparaty o silnym działaniu hormonalnym 

stosowane są powszechnie przy leczeniu bezpłodności [10, 28, 29], raka 

prostaty [1, 2, 4, 10, 29], raka piersi [1, 2, 4, 10, 28, 29], trzonu macicy [28], 

śluzówki macicy, endometriozie [1, 10, 29], zaburzeń menstruacyjnych 

[1, 28, 29] oraz w fizjologicznej terapii zastępczej [1, 10, 29] i w stanach awitaminozy 

[10, 29]. 

Związki typu EDCs dostają się do organizmów żywych wraz ze środkami 

farmakologicznymi, pokarmem i wodą pitną [6, 19]. Większość z nich 

jest rozpuszczalna w tkankach i strukturach niepolarnych (tłuszcze, tkanka 

nerwowa) i w minimalnym stopniu ulega rozkładowi, przez co ma skłonność 

do kumulowania się w organizmach [6]. Główne drogi ekspozycji środowiskowej 

na estrogeny i progestageny zostały przedstawione na rysunku 1. 

Rysunek 1. Drogi ekspozycji środowiskowej estrogenów i progestagenów [10] 

Podstawowymi źródłami, z których związki te przenikają do środowiska i zasilają 

systemy wodne oraz łańcuchy pokarmowe, są wypływy z oczyszczalni 

w postaci wycieków nieoczyszczonych oraz ścieków oczyszczonych, jak 

również spływów nawozu (obornika, gnoju) oraz osadów ściekowych wykorzystywanych 

w rolnictwie [2, 10, 29, 30]. Istotnym źródłem estrogenów 

110

i progestagenów w środowisku są odchody ludzkie, a w szczególności mocz. 

Zawarte w nim sterydy, zarówno naturalne (estron, 17β-estradiol, estriol), jak 

i syntetyczne (etynyloestradiol), wydalane są z organizmu człowieka głównie 

w formie sprzężonej, najczęściej jako glukuroniany i siarczany [2, 10, 19, 

31-36] oraz w mniejszych ilościach jako wolne estrogeny [10, 33, 35]. Dzienne 

wydalanie estrogenów przez kobiety wynosi 24-100 μg, zależnie od cyklu 

menstruacyjnego i może wzrastać nawet do 30 mg pod koniec ciąży [10]. 

Przyjmuje się, że średnia dzienna produkcja estrogenów w przeliczeniu na 

jedną osobę wynosi 2,7 mg/L moczu [37]. 

Po przedostaniu się wyżej wymienionych substancji do wód powierzchniowych, 

ulegają one różnym procesom biologicznym oraz fizykochemicznym, 

włączając w to fotolizę i sorpcję na osadach. Ten ostatni proces 

przyczynia się do czasowego wyeliminowania sterydów ze środowiska 

wodnego. Należy zwrócić uwagę na fakt, iż zaadsorbowane substancje sterydowe 

i ich metabolity stanowią wtórne źródło zasilania wód modulatorami 

hormonalnymi [29]. Przyjmuje się, że poważnym zagrożenie dla zdrowia ludzi 

i zwierząt są wolne sterydy i substancje pochodne obecne w wodzie na 

poziomie ng/L [2, 6, 8, 28, 38, 39]. Substancje te po przeniknięciu do organizmów 

wyższych mogą się kumulować w tkankach niepolarnych i po osiągnięciu 

odpowiedniego stężenia zaburzać prawidłowe działanie systemów 

hormonalnych. Związane jest to z ich podobną budową chemiczną, 

w szczególności strukturalną, a przez to możliwością działania antagonistycznego 

w stosunku do czynnych biologicznie substancji endogennych 

[2, 6, 28, 38]. Substancje typu EDCs mogą również wpływać na syntezę 

i metabolizm naturalnych hormonów oraz modyfikować poziom receptorów 

hormonalnych [8, 38]. Modulatory hormonalne wpływają również niekorzystnie 

na funkcjonowanie systemu odpornościowego [3, 4, 6]. W literaturze opisano 

także przypadki nieprawidłowości w rozwoju [3, 4, 6, 26, 37, 40], rozmnażaniu 

[4, 6, 26, 28, 37], we wzroście [4, 6, 26] oraz zachowaniu osobników 

[6, 40] poddanych ekspozycji na substancje EDCs. Wśród innych obserwowanych 

objawów niekorzystnych oraz chorobowych, mogących mieć związek 

z pojawieniem się tych substancji w organizmie, należy wymienić: spadek 

ilości plemników w spermie [4, 5, 8, 12, 19, 33, 38-43], guzy złośliwe [6], 

wzrost liczby zachorowań na raka jąder [5, 19, 23, 39-43], prostaty [5, 38, 

40-43], raka piersi [5, 8, 23, 38, 40-42], śluzówki macicy [38], dróg rodnych, 

endometriosis, a także spadek płodności u mężczyzn [1, 4, 19, 23, 29, 37, 

39], spadek libido, impotencję [38], zmniejszenie ilości androgenów we krwi 

[38], deformacje dróg rodnych u kobiet [38], obniżenie wieku dojrzewania 

[42], hermafrodytyzm [1, 4, 29, 30, 37], feminizację [1, 4, 9, 29, 30, 37, 39, 

43] oraz nieprawidłowy rozwój płodu [23]. 

Znaczna część współczesnych badań poświęconych substancjom 

EDCs dotyczy organizmów żyjących bezpośrednio w wodzie oraz ekosystemach 

związanych z wodą [32, 44]. Przyjmuje się, że naturalne i syntetyczne 

estrogeny wykazują aktywność fizjologiczną wobec tych organizmów w zakresie 

stężeń od ng do μg w litrze wody [24, 29, 32, 34, 45]. W szczególności 

stwierdzono, iż niekorzystne zmiany w prawidłowym funkcjonowaniu sys- 

111

temów hormonalnych u ryb stają się widoczne, gdy stężenie w wodzie, np. 

17β-estradiolu i 17α-etynyloestradiolu waha się od 0,1 do 10 ng/L [2, 28, 34, 

46, 47]. Zauważono również, że obecność tych związków w środowisku 

wodnym zakłóca prawidłowe rozmnażanie pstrąga, płoci oraz flądry [44], 

prowadzi do pojawienia się osobników obupłciowych u płoci i homarów, 

a także indukcji witelogeniny u pstrąga tęczowego [48]. Opisano możliwość 

feminizacji u niektórych gatunków ryb [37], spadku rozwoju gonad oraz redukcji 

płodności [49, 50], a także nieprawidłowych proporcji płci u widłonogów 

dennych i żółwi [11]. 

W chwili obecnej przyjmuje się, że głównym źródłem modulatorów 

hormonalnych w środowisku są ścieki bytowe. W związku z tym znaczna 

część badań dotyczy oceny zdolności różnych procesów oczyszczania ścieków 

w kierunku eliminowania z nich substancji EDCs. Liu Z. [51] w pracy 

przeglądowej z roku 2009 podaje, iż do usuwania tych substancji można 

z powodzeniem wykorzystywać już istniejące procesy technologiczne oparte 

na metodach fizycznych, w tym na klasycznej adsorpcji na węglu aktywnym. 

Badania laboratoryjne i prowadzone w pełnej skali w oczyszczalniach ścieków 

wykazały, iż węgiel aktywny posiada dużą zdolność do usuwania EDCs. 

Jako skuteczne uznaje się również procesy membranowe, dla których efektywność 

usuwania modulatorów hormonalnych szacuje się od 10% do niemal 

100%, w przypadku procesów technologicznych wykorzystujących 

osmozę odwróconą. Ponadto, modulatory hormonalne można efektywnie 

usuwać ze ścieków, stosując biodegradację poprzez organizmy zasiedlające 

osad czynny oraz metody chemiczne wykorzystujące głównie procesy utleniania 

z użyciem perhydrolu oraz aktywnych form chloru i żelaza. W praktyce 

większość współczesnych oczyszczalni ścieków nastawionych jest 

przede wszystkim na usuwanie fosforu i azotu oraz redukcję ogólnej zawartości 

substancji organicznych. Większość spośród badanych EDCs posiada 

masy cząsteczkowe poniżej 1000 i dlatego nie jest całkowicie eliminowana 

w trakcie procesu oczyszczania ścieków. Substancje te przechodzą do frakcji 

ścieków oczyszczonych, a następnie po ich uwolnieniu do środowiska 

przedostają się bez problemu do wód powierzchniowych, podziemnych, 

a nawet wody pitnej. Jak wykazano, mała skuteczność w usuwaniu estrogenów 

charakteryzuje większość systemów oczyszczania pracujących z konwencjonalnym 

osadem czynnym [24]. Jednocześnie stwierdzono, że do 

efektywnego usuwania estrogenów przyczyniają się w dużej mierze procesy 

nitryfikacji w osadzie czynnym [52]. Przyjmuje się, iż naturalne i syntetyczne 

estrogeny występują w ściekach oczyszczonych na poziomie ng/L, co wskazuje 

na niezbyt wysoką sprawność ich eliminacji w procesie oczyszczania 

[34]. Według D’Ascenzo G. [32] oczyszczalnie z osadem czynnym usuwają 

95% estriolu, 87% estradiolu, 85% etynyloestradiolu i 61% estronu. Badania 

prowadzone na terenie oczyszczalni miejskich zlokalizowanych w Niemczech 

wykazały, iż zakłady te redukują ponad 98% naturalnych estrogenów 

(estron, 17beta-estradiol) i więcej niż 90% 17α-etynyloestradiolu, głównie 

podczas oczyszczania osadem czynnym [53]. Usuwanie tych związków z fazy 

ciekłej jest kombinacją degradacji oraz sorpcji na cząsteczkach osadu. 

112

Badania przeprowadzone przez Heberera T. [47] w oczyszczalni ścieków 

w Berlinie pokazały, że syntetyczne (17α-etynylestradiol, menstranol) oraz 

naturalne (estriol, 17β-estradiol, estron) sterydy wydalane z organizmu człowieka 

znajdowane były na poziomie ng/L w ściekach dopływających do 

oczyszczalni, natomiast w „odpływach” z oczyszczalni ich stężenie było 

znacznie niższe na poziomie lub też poniżej limitu detekcji. Natomiast jak 

podaje Cargouët M. [7] oczyszczalnie ścieków we Francji usuwają 50% całkowitej 

ilości estrogenów dopływających wraz ze ściekami, w tym 53,5% naturalnych 

estrogenów i 40% 17α-etynyloestradiolu. Tak małe ilości usuwanego 

sztucznego sterydu są efektem słabego procesu degradacji tego 

związku przeprowadzanego przez mikroorganizmy podczas procesu 

oczyszczania ścieków. Steryd ten może również powstawać podczas przekształcania 

innych sterydów (np. noretisteronu) przez mikroorganizmy. 

Większość ścieków w Wielkiej Brytanii oczyszczana jest za pomocą filtrów 

biologicznych lub osadu czynnego. Oczyszczalnie z osadem czynnym są 

powszechnie wykorzystywane w dużych miastach. Szacuje się, że usuwają 

one 91% 17β-estradiolu, 78% estronu i 76% etynyloestradiolu [18]. W tabelach 

1 oraz 2 zamieszczono zestawienie zawartości wybranych substancji 

typu EDCs występujących w wodzie pitnej, wodach powierzchniowych oraz 

ściekach, jak również wartości odzysku analitów uzyskane na podstawie 

przeglądu współczesnej literatury. 

Tabela 1. Przegląd literaturowy poziomów stężeń wybranych EDCs w próbach 

środowiskowych 

Nazwa związku 

Stężenie 

(ng/L) 

Miejsce poboru 

prób 

Rodzaj próby 

Estriol 80,00 Włochy ścieki surowe [91] 

Estriol 57,00 Rzym, Włochy ścieki surowe [92] 

Estriol

Estriol

17β-Estradiol 0,20-4,10 Kalifornia, USA ścieki oczyszczone [103] 

17β-Estradiol

Etynyloestradiol

Estron 44,00 Rzym, Włochy ścieki surowe [32] 

Estron 9,60-17,60 Paryż, Francja ścieki surowe [7] 

Estron 15,00-60,00 Włochy ścieki surowe [8] 

Estron 19,00-78,00 Kanada ścieki surowe [36] 

Estron 16,00-49,00 Kanada ścieki surowe [99] 

Estron 14,00-31,00 Japonia ścieki surowe [93] 

Estron 1,40-76,00 Wielka Brytania ścieki oczyszczone [63] 

Estron

Estron 0,20-6,60 Japonia 

Estron 1,10-3,00 Francja 

Estron 5,00-12,00 Włochy 

Estron 1,20 Massachusetts, USA 

woda powierzchniowa 

(rzeka) 


(rzeka) 


(rzeka) 


(morze) 

Mestranol

Estron 93-108 81-93 89-99 39,6-116 83-108 100 78-86 

17α-Hydroksyprogesteron 

Lewonorgestrel 89 

Norgestrel 

Dietylostilbestrol 61-78 88-101 70 


Progesteron 91-94 

Tetrahydrokortyzol 

Tetrahydrokortyzon 

Ftalan dimetylu 

d-Ekwilenina 

Metylotestosteron 

Ekwilina 

4-tert-Butylofenol 

Medroksyprogesteron 

Nazwa związku [111] [105] [112] [73] [37] [14] [50] [62] 

Estetrol 95,4 

Estriol 69 101 99,3 101 75-79 94,6 

Kortyzol 99,1 94,3 

Kortyzon 98,8 95 

Bisfenol A 75-78 96,5 

17β-Estradiol 11,1 117 92 99,7 85,26 71-77 99,5 

Testosteron 83 97,4 94,3 

Noretindron 96,7 

17α-Estradiol 16,1 106 93,6 

Etynyloestradiol 14,8 109 92 79,51 65-70 96,4 

7,8-Dimetoksyflawon 99,9 95,4 

Estron 24,6 119 90 95,4 82,22 90 78-84 96,6 


99,0 95,7 

Lewonorgestrel 

Norgestrel 37,4 95,6 

Dietylostilbestrol 46,5 85-88 77,8 


85,2 92,8 

Progesteron 67,1 90 85,3 90,2 

Tetrahydrokortyzol 96,3 

Tetrahydrokortyzon 87,5 

Ftalan dimetylu 82,3 

d-Ekwilenina 89,7 

Metylotestosteron 93,6 

Ekwilina 89,7 

4-tert-Butylofenol 30,2 

Medroksyprogesteron 89,7 

WYKORZYSTANIE METOD CHROMATOGRAFIICZNYCH 

DO OZNACZANIA SUBSTANCJI TYPU ENDOCRINE DISRUPTING 

COMPOUNDS, ZE SZCZEGÓLNYM UWZGLĘDNIENIEM CIECZOWEJ 

CHROMATOGRAFII INKLUZYJNEJ 

Analizując zawartości substancji typu EDCs w próbkach środowiskowych 

(woda pitna i powierzchniowa, gleba, ścieki), stosuje się zasadniczo 

dwa różne podejścia metodologiczne: biologiczne oraz fizykochemiczne. 

Wybór pomiędzy nimi zależy w dużej mierze od wyznaczonych uprzednio 

celów podejmowanych badań. Metody biologiczne stosuje się głównie 

w oznaczeniu, np. aktywności estrogennej pojedynczych związków, mieszanin 

lub próbek o nieznanym składzie. Techniki fizykochemiczne umożliwiają 

119

oznaczenie ilościowe znanych uprzednio związków chemicznych, jak również 

identyfikację nieznanych substancji [54, 55, 56]. Ze względu na fakt, iż 

większość próbek środowiskowych ma charakter wieloskładnikowy o niezwykle 

dużym stopniu różnorodności, większość procedur fizykochemicznych 

wymaga dodatkowo użycia chromatograficznych technik separacyjnyh 

[1, 57]. Z chromatograficznego punktu widzenia sterydy są bardzo niejednorodną 

grupą analitów i dlatego stosując typowe wysokosprawne układy rozdzielcze 

z gazową lub ciekłą fazą ruchomą, trudno jest w pełni rodzielić wieloskładnikowe 

mieszaniny tych związków [58, 59]. Z tego powodu 

jednoczesne oznaczanie różnorodnych form sterydów i małocząsteczkowych 

związków organicznych typu EDCs występujących w środowisku, stanowi 

ciągle istotny i nierozwiązany do końca problem analityczny [17, 43, 60, 

61, 62]. 

Większość istniejących obecnie procedur chromatograficznych opracowanych 

w celu jednoczesnego oznaczania ilościowego dużej ilości sterydów 

oraz organicznych związków małocząsteczkowych w próbkach środowiskowych 

oparta jest na technice chromatografii gazowej z detekcją typu 

spektrometria masowa (GC-MS) [63-66, 42] (tabela 3). Jednakże bezpośrednie 

oznaczanie tego typu związków przy zastosowaniu technologii 

GC-MS jest silnie ograniczone lotnością analitów. Drugim czynnikiem utrudniającym 

oznaczenia jest mała stabilność większości tych związków w wysokich 

temperaturach powyżej 100 o C. Z tego punktu widzenia chromatografia 

cieczowa (LC) umożliwia bezpośrednie oznaczanie sterydów bez 

względu na ich lotność. W tabeli 3 przedstawiono limity detekcji dla procedur 

oznaczania modulatorów hormonalnych w różnych próbkach środowiskowych, 

ze szczególnym uwzględnieniem chromatografii gazowej oraz cieczowej. 

W praktyce analitycznej typowy chromatograf cieczowy HPLC, wyposażony 

w relatywnie prosty i tani detektor skanujący UV-Vis typu diode array, 

może być bardzo użytecznym narzędziem w oznaczaniu szerokiej gamy sterydów 

i zanieczyszczeń obecnych w próbkach środowiskowych [1, 4, 16] 

(tabela 4). 

Tabela 3. Limity detekcji (LOD) dla procedur oznaczania wybranych substancji 

typu EDCs występujących w różnych próbach środowiskowych 

Nazwa zw. 

LOD 

(ng/L) 

Detekcja Miejsce wyst. Rodzaj próby Lit. 

Estriol 90,00 LC-MS Portugalia woda powierzchniowa (rzeka) [28] 

Estriol 2,50 μg/kg LC-MS Portugalia osady [28] 

Estriol 7,00 LC-MS-MS Włochy ścieki surowe [8] 

Estriol 0,50 LC-MS-MS Włochy ścieki oczyszczone [8] 

Estriol 0,30 LC-MS-MS Włochy woda powierzchniowa (rzeka) [8] 

Estriol 5,04 LC-MS Hiszpania woda powierzchniowa (rzeka) [33] 

Estriol 0,20 LC-ESI-MS Chiny woda powierzchniowa (rzeka) [110] 

Estriol 0,10 ELISA/LM-MS Jordania woda powierzchniowa (rzeka) [113] 

Estriol 0,50 LC-MS-MS Japonia ścieki [93] 

Bisfenol A 3,00 LC-MS-MS Włochy ścieki surowe [8] 

Bisfenol A 1,00 LC-MS-MS Włochy ścieki oczyszczone [8] 

Bisfenol A 0,20 LC-MS-MS Włochy woda powierzchniowa (rzeka) [8] 

Bisfenol A 5,30 GC-MS Wielka Brytania 

woda powierzchniowa (rzeka, 

morze) 

[43] 

120

Bisfenol A 6,30 LC-MS Hiszpania 

ścieki oczyszczone, 

woda pitna 

[33] 

17β-Estradiol 0,30-0,60 GC-MS-MS Holandia 

wody powierzchniowe (rzeki, 

estuarium) 

[100] 

17β-Estradiol 1,00 GC-MS-MS Niemcy ścieki oczyszczone [19] 

17β-Estradiol 1,00 GC-MS-MS Kanada ścieki oczyszczone [19] 

17β-Estradiol 0,50 GC-MS-MS Niemcy woda powierzchniowa (rzeki) [19] 

17β-Estradiol 2,00 LC-MS-MS Francja woda mineralna (Evian) [5] 

17β-Estradiol 90,00 LC-MS Portugalia woda powierzchniowa (rzeka) [28] 

17β-Estradiol 10,00 μg/kg LC-MS Portugalia osady [28] 

17β-Estradiol 1,90 LC-MS-MS Włochy ścieki surowe [8] 

17β-Estradiol 0,80 LC-MS-MS Włochy ścieki oczyszczone [8] 

17β-Estradiol 0,20 LC-MS-MS Włochy woda powierzchniowa (rzeka) [8] 

17β-Estradiol 3,40 GC-MS Wielka Brytania 


morze) 

[43] 

17β-Estradiol 2,50 LC-MS Hiszpania woda powierzchniowa (rzeka) [33] 

17β-Estradiol 4,10 LC-MS-MS Dania woda pitna [52] 

17β-Estradiol 0,10 LC-ESI-MS Chiny woda powierzchniowa (rzeka) [110] 

17β-Estradiol 50,00 μg HPLC-DAD Portugalia woda [111] 

17β-Estradiol 1,00 μg HPLC-DAD Portugalia woda [111] 

17β-Estradiol 0,30 RIA Jordania woda powierzchniowa (rzeka) [113] 

17β-Estradiol 0,50 LC-MS-MS Japonia ścieki [93] 

Testosteron 0,30 RIA Jordania woda powierzchniowa (rzeka) [113] 

Noretindron 200,00 LC-MS Portugalia woda powierzchniowa (rzeka) [28] 

Noretindron 2,00 μg/kg LC-MS Portugalia osady [28] 

17α-Estradiol 0,10-0,30 GC-MS-MS Holandia 


estuarium) 

[100] 

17α-Estradiol 0,10-1,20 GC-MS-MS Holandia ścieki oczyszczone [100] 

17α-Estradiol 50,00 μg HPLC-DAD Portugalia woda [111] 

17α-Estradiol 1,00 μg HPLC-DAD Portugalia woda [111] 

Etynyloestradiol 0,10-0,30 GC-MS-MS Holandia 


estuarium) 

[100] 

Etynyloestradiol 0,30-1,80 GC-MS-MS Holandia ścieki oczyszczone [100] 

Etynyloestradiol 1,00 GC-MS-MS Niemcy ścieki oczyszczone [19] 

Etynyloestradiol 1,00 GC-MS-MS Kanada ścieki oczyszczone [19] 

Etynyloestradiol 0,50 GC-MS-MS Niemcy woda powierzchniowa (rzeki) [19] 

Etynyloestradiol 2,00 LC-MS-MS Francja woda mineralna (Evian) [5] 

Etynyloestradiol 90,00 LC-MS Portugalia woda powierzchniowa (rzeka) [28] 

Etynyloestradiol 10,00 μg/kg LC-MS Portugalia osady [28] 

Etynyloestradiol 1,60 LC-MS-MS Włochy ścieki surowe [8] 

Etynyloestradiol 1,10 LC-MS-MS Włochy ścieki oczyszczone [8] 

Etynyloestradiol 0,40 LC-MS-MS Włochy woda powierzchniowa (rzeka) [8] 

Etynyloestradiol 0,80 GC-MS Wielka Brytania 


morze) 

[43] 

Etynyloestradiol 3,22 LC-MS Hiszpania woda powierzchniowa (rzeka) [33] 

Etynyloestradiol 4,40 LC-MS-MS Dania woda pitna [52] 

Etynyloestradiol 0,10 LC-ESI-MS Chiny woda powierzchniowa (rzeka) [110] 

Etynyloestradiol 100,00 μg HPLC-DAD Portugalia woda [111] 

Etynyloestradiol 1,00 μg HPLC-DAD Portugalia woda [111] 

Etynyloestradiol 0,10 ELISA/LM-MS Jordania woda powierzchniowa (rzeka) [113] 

Estron 0,20-0,30 GC-MS-MS Holandia 


estuarium) 

[100] 

Estron 0,30-1,00 GC-MS-MS Holandia ścieki oczyszczone [100] 

Estron 1,00 GC-MS-MS Niemcy ścieki oczyszczone [19] 

Estron 1,00 GC-MS-MS Kanada ścieki oczyszczone [19] 

Estron 0,50 GC-MS-MS Niemcy woda powierzchniowa (rzeki) [19] 

Estron 1,00 LC-MS-MS Francja woda mineralna (Evian) [5] 

Estron 100,00 LC-MS Portugalia woda powierzchniowa (rzeka) [28] 

Estron 5,00 μg/kg LC-MS Portugalia osady [28] 

Estron 1,20 LC-MS-MS Włochy ścieki surowe [8] 

Estron 0,80 LC-MS-MS Włochy ścieki oczyszczone [8] 

Estron 0,10 LC-MS-MS Włochy woda powierzchniowa (rzeka) [8] 

Estron 1,70 GC-MS Wielka Brytania 


morze) 

[43] 

Estron 2,50 LC-MS Hiszpania woda powierzchniowa (rzeka) [33] 

Estron 3,70 LC-MS-MS Dania woda pitna [52] 

121

Estron 0,10 LC-ESI-MS Chiny woda powierzchniowa (rzeka) [110] 

Estron 50,00 μg HPLC-DAD Portugalia woda [111] 

Estron 1,00 μg HPLC-DAD Portugalia woda [111] 

Estron 0,30 RIA Jordania woda powierzchniowa (rzeka) [113] 

Estron 0,50 LC-MS-MS Japonia ścieki [93] 

Lewonorgestrel 90,00 LC-MS Portugalia woda powierzchniowa (rzeka) [28] 

Lewonorgestrel 2,00 μg/kg LC-MS Portugalia osady [28] 

Norgestrel 50,00 μg HPLC-DAD Portugalia woda [111] 

Norgestrel 0,60 μg HPLC-DAD Portugalia woda [111] 

Dietylostilbesterol 250,00 LC-MS Portugalia woda powierzchniowa (rzeka) [28] 

Dietylostilbesterol 2,50 μg/kg LC-MS Portugalia osady [28] 

Dietylostilbesterol 1,64 LC-MS Hiszpania woda powierzchniowa (rzeka) [33] 

Dietylostilbesterol 25,00 μg HPLC-DAD Portugalia woda [111] 

Dietylostilbesterol 0,60 μg HPLC-DAD Portugalia woda [111] 

Progesteron 200,00 LC-MS Portugalia woda powierzchniowa (rzeka) [28] 

Progesteron 2,00 μg/kg LC-MS Portugalia osady [28] 

Progesteron 50,00 μg HPLC-DAD Portugalia woda [111] 

Progesteron 0,30 μg HPLC-DAD Portugalia woda [111] 

Mestranol 1,00 GC-MS-MS Niemcy ścieki oczyszczone [19] 

Mestranol 1,00 GC-MS-MS Kanada ścieki oczyszczone [19] 

Mestranol 0,50 GC-MS-MS Niemcy woda powierzchniowa (rzeki) [19] 

Mestranol 50,00 μg HPLC-DAD Portugalia woda [111] 

Mestranol 0,30 μg HPLC-DAD Portugalia woda [111] 

Tabela 4. Limity detekcji (LOD) dla wybranych analitów w próbach wód powierzchniowych, 

uzyskane przy użyciu detektora UV-Vis typu DAD pracującego 

z chromatografem HPLC [62] 

Analizowana substancja Długość fali [nm] 

Limit detekcji 

Odchylenie 

[ng/1000 mL] 

standardowe 

Estetrol 200 - 280 0,37 - 3,60 ±0,02 - ±0,2 

Estriol 200 - 280 0,22 - 1,90 ±0,02 - ±0,1 

Kortyzol 240 0,37 ±0,03 

Kortyzon 240 0,49 ±0,03 

Tetrahydrokortyzol 200 1,75 ±0,04 

Tetrahydrokortyzon 200 3,80 ±0,3 

Ftalan dimetylu 200 - 280 0,23 - 2,80 ±0,01 - ±0,1 

Bisfenol A 200 - 280 0,28 - 1,81 ±0,02 - ±0,08 

17β-Estradiol 200 - 280 0,51 - 4,70 ±0,03 - ±0,2 

Testosteron 240 0,33 ±0,02 

Noretindron 240 0,44 ±0,02 

17α-Estradiol 200 - 280 0,47 - 4,50 ±0,02 - ±0,2 

d-Ekwilenina 230 - 280 0,20 - 3,80 ±0,02 - ±0,3 

Metylotestosteron 240 0,56 ±0,04 

Ekwilina 200 - 280 0,86 - 7,40 ±0,08 - ±0,6 

Etynyloestradiol 200 - 80 1,64 - 25,60 ±0,08 - ±0,7 

7,8-Dimetoksyflawon 200 - 260 - 312 0,95 - 0,59 - 0,74 ±0,06 - ±0,04 - ±0,05 

Estron 200 - 280 0,79 - 9,60 ±0,05 - ±0,6 

17α-Hydroksyprogesteron 240 1,07 ±0,06 

4-tert-Butylofenol 200 - 280 0,52 - 2,29 ±0,01 - ±0,09 

Toluen 207 - 261 1,20 - 24,30 ±0,2 - ±4,1 

Norgestrel 240 1,41 ±0,08 

Dietylostilbestrol 200 - 240 0,52 - 1,00 ±0,04 - ±0,1 

Ciekawą alternatywą dla wielu złożonych procedur analitycznych wykorzystujących 

technikę HPLC w układzie gradientowym, jest pracująca 

w systemie izokratycznym (niegradientowym) zależna od temperatury chromatografia 

inkluzyjna wykorzystująca chiralne substancje makrocykliczne, 

122

np. cyklodekstryny [67, 68]. Cyklodekstryny (CD), zwane również cykloamylozami, 

cyklomaltozami oraz dekstrynami Schardingera, odkryte zostały 

przez Villiersa w 1891 roku [69, 70, 71]. Są to cykliczne oligosacharydy składające 

się z monomerów D-glikozy, związanych w pozycji α-1,4 [69, 72, 73]. 

Powszechnie stosowane są naturalne cyklodekstryny zawierające 6, 7 i 8 

jednostek w pierścieniu makrocyklicznym i są odpowiednio nazywane α-CD, 

β-CD oraz γ-CD [69, 70, 74]. Niezwykłe właściwości cyklodekstryn wynikają 

z ich unikatowej budowy przestrzennej. Mają one kształt torusa, którego 

wnętrze ma charakter chiralny i mniej polarny niż ich część zewnętrzna. 

Dzięki temu są dość dobrze rozpuszczalne w rozpuszczalnikach polarnych, 

np. w wodzie lub DMSO, jak również w większości mieszanin binarnych wody 

z cieczami organicznymi, takimi jak acetonitryl lub alkohole. Właściwości 

CD pozwalają na specyficzne wiązanie z substratem zależnie od jego rozmiarów, 

geometrii, ilości oraz rozmieszczenia ugrupowań polarnych i niepolarnych 

[75, 76]. Tworzenie trwałego kompleksu cząsteczki „gospodarzgość” 

możliwe jest m.in. dzięki działaniu sił Van der Waalsa oraz wiązaniom 

wodorowym [68, 70, 74]. CD wykazują zdolności do tworzenia trwałych kompleksów 

inkluzyjnych z licznymi stałymi, ciekłymi, a także gazowymi składnikami. 

Do potencjalnych „gości” należy szereg różnorodnych związków, włączając 

w to: gazy (acetylen), aldehydy, ketony, alkohole, kwasy organiczne, 

kwasy tłuszczowe, węglowodory aromatyczne, sterydy i aminy, a także szereg 

izomerów optycznych w/w substancji [69, 77]. Zdolność cyklodekstryn do 

tworzenia kompleksów inkluzyjnych zależy nie tylko od wielkości i budowy 

przestrzennej potencjalnej cząsteczki „gościa”. Również istotne jest stężenie 

CD w fazie ciekłej, rodzaj i pH rozpuszczalnika oraz temperatura [77-82]. 

W przypadku wykorzystywania właściwości inkluzyjnych w technikach separacyjnych 

cyklodekstryny mogą występować w postaci związanej chemicznie 

(wiązania kowalencyjne) lub fizycznie (oddziaływania elektrostatyczne) na 

powierzchni chromatograficznej fazy stacjonarnej, jak również mogą być 

bezpośrednio rozpuszczone w fazie ruchomej. Obecnie cyklodekstryny są 

powszechnie stosowane we wszystkich technikach separacyjnych wykorzystujących 

jako fazy ruchome zarówno gazy, jak i ciecze, a także w technikach 

elektroseparacyjnych. Poza zastosowaniami analitycznymi CD są szeroko 

stosowane w rolnictwie, przemyśle farmaceutycznym, kosmetycznym 

oraz spożywczym, głównie w celu zwiększenia rozpuszczalności i trwałości 

substancji czynnych [69, 74]. Mając na względzie ich właściwości fizykochemiczne 

oraz praktycznie brak toksyczności w przypadku spożycia, należy 

przypuszczać, iż w przyszłości będą one odgrywać ważną rolę w naukach 

środowiskowych. Zastosowanie ich może przyczynić się do usunięcia silnie 

toksycznych substancji z przemysłowych ścieków wskutek tworzenia kompleksów 

inkluzyjnych [69]. 

Wykorzystująca opisane powyżej właściwości cyklodekstryn, zależna 

od temperatury chromatografia inkluzyjna umożliwia jednoczesną analizę 

ilościową kluczowych hormonów sterydowych oraz ich izomerów optycznych 

w wieloskładnikowych próbkach biologicznych, takich jak ekstrakty z tkanek, 

krew oraz mocz [59, 73, 83]. W przeciwieństwie do istniejących procedur 

123

opartych głównie na gradiencie ciekłej fazy ruchomej, w/w procedura umożliwia 

jednoczesne rozdzielenie wielu sterydów charakteryzujących się dużymi 

różnicami w polarności w trakcie prostego jednoetapowego procesu rozdzielania 

izokratycznego [1, 59, 68, 82, 84-86]. Na uwagę zasługuje fakt, iż 

metodykach z wykorzystaniem substancji makrocyklicznych, udaje się 

w prosty sposób uzyskać całkowite rozdzielenie analitów nawet w obecności 

dużej ilości interferujących substancji matrycy biologicznej badanej próby. 

Zasada działania tej metody oparta jest na technice izokratycznej wysokosprawnej 

chromatografii cieczowej, w której retencja analitów jest kontrolowana 

poprzez oddziaływania elektrostatyczne pomiędzy makrocyklicznymi 

modyfikatorami inkluzyjnymi fazy ruchomej a badanymi analitami [87, 88, 

89]. Ponieważ oddziaływanie cyklodekstryn z analitami zależy silnie od temperatury, 

dlatego proces chromatografowania w obecności cyklodekstryn 

w fazie ruchomej może być efektywnie sterowany zmianami temperatury 

kolumny, w wąskim zakresie temperatur od 0 do 80 o C [67, 68, 80]. Z praktycznego 

punktu widzenia całkowity czas analizy, potrzebny do rozdzielenia 

wieloskładnikowych mieszanin sterydów charakteryzujących się dużymi różnicami 

w polarności, może być zredukowany z kilku godzin (stosując klasyczne 

systemy chromatograficzne z binarnym układem faz ruchomych) do zaledwie 

kilkunastu minut, przy zastosowaniu izokratycznego systemu z cyklodekstryną 

w fazie ruchomej, w odpowiedniej temperaturze prowadzenia procesu chromatograficznego. 

Daje to możliwość praktycznego zastosowania tej metody 

do analizy dużej ilości złożonych próbek pobranych ze środowiska przyrodniczego, 

szczególnie z ekosystemów wodnych [68, 90] (rysunek 2). 

Rysunek 2. Porównanie ekstraktów próbek środowiskowych (jezioro Lubiatowo, województwo 

zachodniopomorskie) dla analitów w zakresie polarności od estetrolu do progesteronu, uzyskanych 

z użyciem procedury SPE na kolumienkach C-18 bez (A) oraz z wykorzystaniem cieczy 

czyszczącej (B), o składzie metanol/woda (30%, v/v). Chromatogramy wykonano za pomocą 

chromatografu HPLC z detektorem skanującym DAD UV-Vis, przy zastosowaniu fazy ruchomej 

acetonitryl:woda z dodatkiem β-cyklodekstryny (10mM) oraz kolumny z wypełnieniem typu 

C-18, pracującej w temperaturze 47 o C [61, 62]. 

124

LITERATURA 

1. López de Alda M.J., Barceló D., J. Chromatogr. A, 892(2000)391. 

2. Petrovic M., Eljarrat E., López de Alda M.J., Barceló D., Trends Anal. 

Chem, 20(2001)637. 

3. Rhind S.M., Domestic Animal Endocrinology. 23(2002)179. 

4. Diaz-Cruz M.S., López de Alda M.J., López R., Barceló D., J. Mass 

Spectrom., 38(2003)917. 

5. Ingrand V., Herry G., Beausse J., de Roubin M.-R., J. Chromatogr. 

A, 1020(2003)99. 

6. Hong C.C., Shimomura-Shimizu M., Muroi M., Tanamoto K.-I., Biol. 

Pharm. Bull., 27(2004)1136. 

7. Cargouët M., Perdiz D., Mouatassim-Souali A., Tamisier-Karolak S., 

Levi Y., Sci. Total Environ., 324(2004)55. 

8. Lagana A., Bacaloni A., De Leva I., Faberi A., Fago G., Marino A., Anal. 

Chim. Acta, 501(2004)79. 

9. López-Roldan P., López de Alda M.J., Barceló D., Anal. Bioanal.Chem., 

378(2004)599. 

10. Barceló D., Emerging organic pollutants in waste waters and sludge. 

Springer-Verlag Berlin Heidelberg 2005. 

11. Zhang Y., Zhou J.L., Water Res., 39(2005)3991. 

12. Campbell C.G., Borglin S.E., Green B., Grayson A., Wozi E., Stringfellow 

W.T., Chemosphere, 65(2006)1265. 

13. Esperanza M., Suidan M.T., Marfil-Vega R., Gonzalez C., Sorial G.A., 

McCauley P., Brenner R., Chemosphere, 66(2007)1535. 

14. Kim S.D., Cho J., Kim I.S., Vanderford B.J., Snyder S.A., Water Res., 

41(2007)1013. 

15. Petrovic M., Eljarrat E., López de Alda M.J., Barceló D., J. Chromatogr. 

A, 974(2002)23. 

16. López de Alda M.J., Díaz-Cruz S., Petrovic M., Barceló D., J. Chromatogr. 

A, 1000(2003)503. 

17. Petrovic M., Eljarrat E., López de Alda M.J., Barceló D., Anal. Bioanal.Chem., 

378(2004)549. 

18. Johnson A., Williams R.J., Simpson P., Kanda R., Environ. Pollut., 

147(2007)194. 

19. Ternes T.A., Stumpf M., Müeller J., Haberer K., Wilken R.-D., Servos 

M., Sci. Total Environ., 225(1999)81. 

20. Schäfer A.I., Mastrup M., Jansen R., Desalination, 147(2002)243. 

21. Wintgens T., Gallenkemper M., Melin T., Desalination, 146(2002)387. 

22. Suzuki Y., Maruyama T., Water Res., 40(2006)1061. 

23. Ma M., Rao K., Wang Z., Environ. Pollut., 147(2007)331. 

24. Ren Y.X., Nakano K., Nomura M., Chiba N., Nishimura O., Water Res., 

41(2007)2341. 

25. Petrovic M., Sole M., Lopez de Alda M.J., Barcelo D., Environ. Toxicol. 

Chem., 21(2002)2146. 

26. Li C., Li X.Z., Graham N., Gao N.Y., Water Res., 42(2008)109. 

125

27. Liu B., Liu X., Sci. Total Environ., 320(2004)269. 

28. Céspedes R., Petrovic M., Raldúa D., Saura U., Piña B., Lacorte S., 

Viana P., Barceló D., Anal. Bioanal.Chem., 378(2004)697. 

29. Kuster M., López de Alda M.J., Barceló D., Trends Anal. Chem., 

23(2004)790. 

30. López de Alda M.J., Barceló D., J. Chromatogr. A, 938(2001)145. 

31. Ying, G.G. Kookana R.S., Ru Y.J., Environ. Int., 28(2002)545. 

32. D’Ascenzo G., Di Corcia A., Gentili A., Mancini R., Mastropasqua R., 

Nazzari M., Samperi R., Sci. Total Environ., 302(2003)199. 

33. Rodriguez-Mozaz S., López de Alda M.J., Barceló D., J. Chromatogr. 

A, 1045(2004)85. 

34. Shi J., Fujisawa S., Nakai S., Hosomi M., Water Res., 38(2004)2323. 

35. Li F., Yuasa A., Obara A., Mathews A.P., Water Res., 39(2005)2065. 

36. Servos M.R., Bennie D.T., Burnison B.K., Jurkovic A., McInnis R., Neheli 

T., Schnell A., Seto P., Smyth S.A., Terne T.A. s, Sci. Total Environ., 

336(2005)155. 

37. Zuo Y., Zhang K., Deng Y., Chemosphere, 63(2006)1583. 

38. Sonnenschein C., Soto A.M., J. Steroid Biochem. Mol. Biol., 

65(1998)143. 

39. Arukwe A., Mar. Pollut. Bull., 42(2001)643. 

40. Nghiem L.D., Manis A., Soldenhoff K., Schäfe A.I. r, J. Membr. Sci., 

242(2004)37. 

41. Menditto A., Turrio-Baldassarri L., Chemosphere, 39(1999)1301. 

42. Xiao X.Y., McCalley D.V., McEvoy J., J. Chromatogr. A, 923(2001)195. 

43. Liu R., Zho J.L. u, Wilding A., J. Chromatogr. A, 1022(2004)179. 

44. Auriol M., Filali-Meknassi Y., Tyagi R.D., Adams C.D., Surampalli R.Y., 

Process Biochem., 41(2006)525. 

45. Bodzek M., Dudziak M., Desalination, 198(2006)24. 

46. López de Alda M.J., Barceló D., Fresenius J. Anal. Chem., 

371(2001)437. 

47. Heberer T., J. Hydrol., 266(2002)175. 

48. Svenson A., Allard A.S., Ek M., Water Res., 37(2003)4433. 

49. Sumpter J.P., Toxicol. Lett., 82/83(1995)737. 

50. Pojana G., Gomiero A., Jonkers N., Marcomini A., Environ. Int., 

33(2007)929. 

51. Liu Z., Kanjo Y., Mizutani S., Sci. Total Environ., 407(2009)731. 

52. Andersen H.R., Hansen M., Kjølholt J., Stuer-Lauridsen F., Ternes T., 

Halling-Sørensen B., Chemosphere, 61(2005)139. 

53. Leusch F.D.L., Chapman H.F., van den Heuvel M.R., Tan B.L.L., Gooneratne 

S.R., Tremblay L.A., Ecotoxicol. Environ. Saf., 65(2006)403. 

54. Buszewski B., Buszewska T., Szumski M., Siepak J., Chem. Anal. 

(Warsaw), 48(2003)13. 

55. Siepak J., Państwowy Zakład Higieny. Warszawa 2003. 

56. Kobiella B., Zerbe J., Lis S., Siepak J., Ekologia i Technika, 

6(2004)196. 

126

57. Buszewska T., Siepak J., Buszewski B., Chemia i Inżynieria Ekologiczna, 

12(1998)1099. 

58. Lamparczyk H., Ochocka R.J., Zarzycki P.K., Zielinski J., J. Planar. 

Chromatogr., 3(1990)34. 

58. Lamparczyk H., CRC Press. Boca Raton 1992. 

59. Kowalkowski T., Zbytniewski R., Szpejna J., Buszewski B., Water Res., 

40(2006)744. 

60. Zarzycki P.K., Włodarczyk E., Baran M.J., J. Chromatogr. 

A, 1216(2009)7602. 

61. Zarzycki P.K., Włodarczyk E., Baran M.J., J. Chromatogr. 

A, 1216(2009)7612. 

62. Desbrow C., Routledge E.J., Brighty G.C., Sumpter J.P., Waldock M., 

Environ. Sci. Technol., 32(1998)1549. 

63. Jahr D., Chromatographia, 47(1998)49. 

64. Routledge E.J., Sheahan D., Desbrow C., Brighty G.C., Waldock M., 

Sumpter J.P., Environ. Sci. Technol., 32(1998)1559. 

65. Szymański K., Siebielska I., Ochrona Środowiska, 76(2000)15. 

66. Zarzycki P.K., Lamparczyk H., Chromatographia, 48(1998)377. 

67. Zarzycki P.K., Smith R., J. Chromatogr. A, 912(2001)45. 

68. Singh M., Sharma R., Banerjee U.C., Biotechnol. Adv., 20(2002)341. 

69. Del Valle E.M., Process Biochem., 39(2004)1033. 

70. Loftsson T., Duchêne D., Int. J. Pharm., 329(2007)1. 

71. Sybilska D., Żukowski J., rozdział w Chiral separation. (Krstulovic A.M. 

red.) Wiley. New York 1989. 

72. Zarzycki P.K., Kulhanek K.M., Smith R., Clifton V.L., J. Chromatogr. 

A, 1104(2006)203. 

73. Schneiderman E., Stalcup A.M., J. Chromatogr. B, 745(2000)83. 

74. Saenger W., Jacob J., Gessler K., Steiner T., Hoffmann D., Sanbe H., 

Koizumi K., Smith S.M., Takaha T., Chem. Rev., 98(1998)1787. 

75. Asztemborska M., Nowakowski R., Sybilska D., J. Chromatogr. 

A, 902(2000)381. 

76. Sybilska D., Żukowski J., Bojarski J., J. Liq. Chromatogr., 9(1986)591. 

77. Sybilska D., Lipkowski J., Wójcikowski J., J. Chromatogr. 

A, 253(1982)95. 

78. Lamparczyk H., Zarzycki P.K., J. Pharm. Biomed. Anal., 13(1995)543. 

79. Zarzycki, P.K. Lamparczyk H., J. Chem. Educ., 73(1996)459. 

80. Nowakowski R., Bielejewska, A. Duszczyk K., Sybilsk D. a, J. Chromatogr. 

A, 782(1997)1. 

81. Zarzycki P.K., Wierzbowska M., Lamparczyk H., J. Pharm. Biomed. 

Anal., 15(1997)1281. 

82. Clifton V.L., Bisits A., Zarzycki P.K., J. Chromatogr. B, 855(2007)249. 

83. Lamparczyk H., Zarzycki P.K., Nowakowska J., Ochocka R.J., Chromatographia, 

38(1994)168. 

84. Zarzycki P.K., Wierzbowska M., Lamparczyk H., J. Pharm. Biomed. 

Anal., 14(1996)1305. 

127

85. Zarzycki P.K., Kulhanek K.M., Smith R., J. Chromatogr. 

A, 955(2002)71. 

86. Armstrong D.W., Nome F., Spino L.A., Golden T.D., J. Am. Chem. Soc., 

108(1986)1418. 

87. Fujimura, K. Ueda T., Kitagawa M., Takayanagi H., Ando T., Anal. 

Chem., 58(1986)2668. 

88. Sybilska D., Cyclodextrins as mobile-phase components of separation 

by isomers by reversed-phase high performance liquid chromatography. 

w Ordered media in chemical separation. (Hinze W.L, Armstrong D.W. 

red.) American Chemical Society. Symposium Series 1987, 342, 

218-234. 

89. Dudziak M., Bodzek M., Ochrona Środowiska, 1(2005)35. 

90. Baronti C., Curini R., D'Ascenzo, G. Di Corcia A., Gentili A., Sampeli 

R., Environ. Sci. Technol., 34(2000)5059. 

91. Johnson A.C., Belfroid, A. Di Corcia A., Sci. Total Environ., 

256(2000)163. 

92. Hashimoto T., Onda K., Nakamura Y., Tada K., Miya A., Murakami T., 

Water Res., 41(2007)2117. 

93. Kuch H.M., Ballschmiter K., Environ. Sci. Technol., 35(2001)3201. 

94. Majima, K. Fukui T., Yuan J., Wang G., Matsumoto K., Anal. Sci., 

18(2002)869. 

95. Larsson D.G.J., Adolfsson-Erici M., Parkkonen J., Pettersson M., Berg, 

H. Olsson P.-E., Förlin L., Aquat. Toxicol., 42(1999)91. 

96. Behnish P.A., Fujii K., Shiozaki K., Kawakami I., Sakai S.-I., Chemosphere, 

43(2001)977. 

97. Fawell J.K., Sheahan D., James H.A., Hurst M., Scott S., Water Res., 

35(2001)1240. 

98. Lishman L., Smyth S.A., Sarafin K., Kleywegt S., Toito J., Peart T., Lee 

B., Servos M., Beland M., Seto P., Sci. Total Environ., 367(2006)544. 

99. Belfroid A.C., van der Horst A., Vethaak A.D., Schäfer A.J., Rijs G.B.J., 

Wegener J., Cofino W.P., Sci. Total Environ., 225(1999)101. 

100. Snyder S.A., Keith T.L., Verbrugge D.A., Snyder E.M., Gross T.S., 

Kannan K., Giesy J.P., Environ. Sci. Technol., 33(1999)2814. 

101. Nasu M., Goto M., Kato H., Oshima Y., Tanaka H., Water Sci. Technol., 

43(2001)101. 

102. Huang C.-H., Sedlak D.L., Environ. Toxicol. Chem., 20(2001)133. 

103. Spengler P., Körner W., Metzger J.W., Environ. Toxicol. Chem., 

20(2001)2133. 

104. Isobe T., Shiraishi, H. Yasuda M., Shinoda A., Suzuki H., Morita M., 

J. Chromatogr. A, 984(2003)195. 

105. Danish Environmental Protection Agency (DEPA). Degradation of estrogens 

in sewage treatment processes. Environmental Project No. 899. 

Danish Environmental Protection Agency, Danish Ministry of the Environment; 

2004. 

106. Tabata A., Kashiwada S., Ohnishi Y., Ishikawa H., Miyamoto N., Itoh 

M., Magara Y., Water Sci. Technol., 43(2001)109. 

128

107. Boyd G.R., Reemtsma H., Grimm D.A., Mitra S., Sci. Total Environ., 

311(2003)135. 

108. Quintana J.B., Carpinteiro J., Rodríguez I., Lorenzo R.A., Carro A.M., 

Cela R., J. Chromatogr. A, 1024(2004)177. 

109. Hu J., Zhang H., Chang H., J. Chromatogr. A, 1070(2005)221. 

110. Almeida C., Nogueira J.M.F., J. Pharm. Biomed. Anal., 41(2006)1303. 

111. Trenholm, R.A. Vanderford B.J., Holady J.C., Rexing D.J., Snyder S.A., 

Chemosphere, 65(2006)1990. 

112. Barel-Cohen K., Shore L.S., Shemesh M., Wenzel A., Müeller J., Kronfeld-Schor 

N., J. Environ. Manage., 78(2006)16. 

129

130

Grzegorz BOCZKAJ 1 , Marek GOŁĘBIOWSKI 2 , 

Marian KAMIŃSKI 3 , Piotr STEPNOWSKI 4 

1,3 




2,4 

tel. (58) 347-17-29 

Uniwersytet Gdański, Wydział Chemii, Katedra Analizy Środowiska 

80-952 Gdańsk, e-mail: sox@chem.univ.gda.pl 

IDENTYFIKACJA LOTNYCH SKŁADNIKÓW ŚCIEKÓW 

Z INSTALACJI OKSYDACJI ASFALTÓW 

Z WYKORZYSTANIEM CHROMATOGRAFII GAZOWEJ 

SPRZĘŻONEJ ZE SPEKTROMETRIĄ MAS (GC-MS) 

W pracy przedstawiono wyniki badań nad identyfikacją lotnych związków organicznych 

występujących w ściekach z instalacji oksydacji asfaltów. Ścieki poddano 

deemulgacji, w celu usunięcia fazy organicznej, a następnie ekstrakcji dichlorometanem, 

w celu wyizolowania pozostałych w ściekach związków organicznych. Zidentyfikowano 

30 związków organicznych oraz szereg n-alkanów, które pozostały w ściekach 

pomimo zastosowanej deemulgacji. W ściekach zidentyfikowano głównie 

związki aromatyczne oraz ketony, aldehydy oraz węglowodory nienasycone. W celu 

potwierdzenia identyfikacji związków aromatycznych wykonano analizy GC-MS 

w trybie SIM. 

Słowa kluczowe: ścieki, lotne związki organiczne, LZO, VOC, chromatografia gazowa, 

spektrometria mas, asfalt 

WSTĘP 

Minimalizacji wpływu działalności przemysłowej na środowisko, stanowi 

jedno z wielu wyzwań współczesnej technologii chemicznej. Jeden 

z problemów stanowi emisja lotnych związków organicznych (LZO) do atmosfery. 

Często, równocześnie ma miejsce wysoki poziom złowonności emitowanych 

substancji. Główne drogi ograniczenia emisji do atmosfery opierają 

się na hermetyzacji procesów technologicznych, oraz odprowadzania 

oparów poprzez systemy odsysu i dalszej ich neutralizacji z wykorzystaniem 

różnorodnych operacji sozotechnicznych - tj. adsorpcja [1], absorpcja [2-6], 

spalanie [7], metody biologiczne [8-12], inne - nie termiczne metody utleniania 

[13]. W wyniku takich procesów powstają często ścieki, które jeśli jest to 

konieczne, powinny być poddawane, dalszej obróbce w celu ograniczenia 

toksyczności, jak również złowonności. 

Badania emisji lotnych związków organicznych prowadzi się z bardzo 

często z wykorzystaniem chromatografii gazowej. W zależności od potrzeb 

i możliwości, z wykorzystaniem uniwersalnej lub selektywnej detekcji. Najpopularniejszym 

detektorem stosowanym w analityce lotnych związków or- 

131

ganicznych jest detektor płomieniowo-jonizacyjny (FID). W przypadku oznaczania 

lotnych związków siarki, powszechnie stosowany był dotychczas, detektor 

płomieniowo-fotometryczny (FPD, jednak nie zapewnia on dostatecznie 

wysokiej czułości i selektywności, co skłania do wykorzystania bardziej 

nowoczesnych rozwiązań [14-16], tj. pulsacyjnego detektora płomieniowo- 

-fotometrycznego (PFPD) [17-19], detektora chemiluminescencji siarki 

(SCD) lub detektora emisji atomowej (AED), jak również, spektrometrii mas 

(MS). Oznaczanie związków azotu prowadzi się przy wykorzystaniu detektora 

azotu i fosforu (NPD) [20] oraz detektorów wykorzystujących zjawisko 

chemiluminescencji 14, 15]. Dostępny na rynku detektor PFPD pozwala 

również na oznaczanie związków azotu, jednak jego czułość dla azotu nie 

jest już tak wysoka jak dla siarki. Coraz częściej wykorzystywane są również 

urządzenia oparte na zestawie sensorów, tzw. nosy elektroniczne [21-24]. 

Podjęte w niniejszej pracy zagadnienie, dotyczy identyfikacji lotnych 

związków organicznych w ściekach z instalacji oksydacji asfaltów. Najpowszechniejszą 

metodą uzyskiwania asfaltów jest utlenianie gorącym powietrzem 

pozostałości próżniowej, czasem blending z tzw. asfaltem propanowym 

lub pentanowym, a niekiedy również z ekstraktami deasfaltyzatu. Do 

reaktora wprowadza się wsad w temperaturze 170-180 o C. W przeciwprądzie 

(lub z zastosowaniem systemu turbin) wdmuchuje się powietrze. Z reguły, 

króćcem w dolnej części reaktora odbiera się gotowy asfalt. Gazy odlotowe 

powstające w trakcie procesu są oczyszczane w skruberze i kierowane do 

pieca dopalającego. 

Zarówno na etapie destylacji próżniowej ropy naftowej, jak również 

w reaktorze utleniania pozostałości próżniowej w wytwórni asfaltów, ma 

miejsce w różnym stopniu kraking termiczny. Przyczyną jest przegrzewanie 

surowca na powierzchni elementów grzejnych. Pierwotnie powstają węglowodory 

nienasycone (olefiny). Dalsze przemiany, którym ulegają olefiny to - 

kondensacja, addycja do wiązania podwójnego, utlenianie. To skutkuje powstawaniem 

całej gamy związków organicznych, przede wszystkim ketonów 

i aldehydów, a także związków siarko-organicznych, WWA i innych. Aldehydy, 

w większości, szybko ulegają utlenieniu do kwasów karboksylowych. 

Znaczna cześć powstałych w ten sposób lotnych związków chemicznych jest 

usuwana w wyniku „mycia” gazów odlotowych w skruberze. Jednak niewielka 

ich ilość pozostaje rozpuszczona w asfalcie. Obecność w ściekach pooksydacyjnych 

tego typu ubocznych produktów powstających podczas produkcji 

asfaltu stanowi duży problem, przede wszystkim z powodu ich niezwykle 

nieprzyjemnego zapachu, a także wysokiego poziomu ekotoksyczności. 

Problem dotyczy, zarówno emisji ze ścieków z instalacji utleniania asfaltów, 

jak również emisji towarzyszącej nalewowi asfaltu do cystern. 

Ścieki z instalacji oksydacji asfaltów są kierowane do oczyszczalni 

ścieków. Procedura oczyszczania różni się w zależności od rodzaju ścieków, 

tym niemniej główne etapy obejmują separację fazy olejowej, flokulację, 

oczyszczanie biologiczne oraz klarowanie. 

W szczególności z powodu biotoksyczności ścieków oraz ich wysokiej 

złowonności istnieje, potrzeba wstępnego preoczyszczania tego typu ście- 

132

ków przed ich wprowadzeniem do oczyszczalni ścieków. To, z kolei wymaga 

opracowania efektywnej technologii pre-oczyszczania ścieków, zapewniającej 

znaczną redukcję złowonności i bio-toksyczności. W celu odpowiedniego 

doboru technologii oczyszczania ścieków istotna jest identyfikacja głównych 

grup LZO obecnych w ściekach. 

W pracy przedstawiono wyniki badań nad identyfikacją głównych grup 

LZO obecnych w ściekach pooksydacyjnych z wykorzystaniem kapilarnej 

chromatografii gazowej w sprzężeniu ze spektrometrią mas. 

METODYKA 

Materiały: 

- Ścieki z instalacji oksydacji asfaltów 

- Przemysłowy deemulgator zastosowany w celu deemulgacji fazy organicznej 

- Dichlorometan (HPLC Grade, POCH) 

- Hel (4,8 N; Linde Gas) 

Aparatura: 

Chromatograf gazowy 5890 II sprzężony ze spektrometrem mas SSQ 710 

Finningan Mat. 

Kolumna kapilarna do chromatografii gazowej wym. 30,0 x 0,25 mm x 

1,5 μm, RTX 5 (Restek) 

Przygotowanie próbek do badań - deemulgacja ścieków i ekstrakcja ciecz- 

-ciecz 

Deemulgacja 

Ścieki w objętości 300 ml zmieszano w rozdzielaczu z deemulgatorem (sporządzonym 

poprzez rozpuszczenie koncentratu w wodzie zgodnie z instrukcją 

producenta). Po pięciu minutach mieszania ręcznego, ściek pozostawiono 

w celu rozdzielenia faz. Następnie ściek pozbawiony fazy organicznej 

przeniesiono do drugiego rozdzielacza. 

Ekstrakcja ciecz-ciecz 

Ścieki w objętości 250 ml (po ok. 25 ml „dolnej” oraz „górnej” części ścieków 

z etapu deemulgacji odrzucono, w celu maksymalnego ograniczenia możliwości 

przejścia fazy organicznej do etapu ekstrakcji) ekstrahowano trzykrotnie 

porcjami dichlorometanu w objętości 5 ml. Czas ustalenia rozdziału faz 

przyjęto 15 min. Ekstrakty połączono. 

Warunki analizy: 

Ekstrakt ścieków w dichlorometanie dozowano przy pomocy mikrostrzykawki 

w objętości 1 μl. 

Warunki rozdzielania 

Przepływ gazu nośnego (Hel): 1,5 ml/min, tryb dozowania Split 10:1, temperatura 

dozownika 275 o C. 

133

Program temperatury: 35 o C (izotermicznie 5 min) - narost 4 o C/min – 260 

(izotermicznie 20 min). 

Parametry spektrometru 

Temperatura źródła jonów (EJ, 70 eV) 200 o C, temperatura linii 200 o C. 

Tryb SCAN do 300 m/z, tryb SIM w zakresie 77-91 m/z. Czas skanowania 0,5 s. 


Na rysunkach 1-3 przedstawiono chromatogram uzyskany w trybie 

SCAN. Na rysunku zaznaczono pogrubionymi cyframi zidentyfikowane związki. 

Rysunek 1. Identyfikacja: (1) heksanal; (2) 2-metylocyklopentanon; (3) benzaldehyd; (4) heptanol; 

(5) 1-okten; (6) cykloheptanon; (7) keton 2-furylo-metylowy; (8) 3-oktanon; (9) 2,3 dimetylocyklopent-2-en-1-on; 

(10) o-krezol; (11) 2-izopropylocykloheksanol; (12) keton metylo-fenylowy; 

(13) 1-dekanal; (14) 1-etylocykloheksen; (15) m-krezol; (16) 2,3,4 – trimetylocyklopent-2 -en- 

-1-on; (17) – 2,3 – dimetylo fenol; (18) 2 – formylotiofen 

Rysunek 2. Identyfikacja: (19) cykloheksylometyloketon; (20) 2,4- dimetylofenol; 

(21) 2,6-dimetylofenol; (22) 3-vinylocykloheksanon; (23) 3-etylo-5-metylofenol; (24) 1,2,4,5 – tetrametylobenzen; 

(25) 3-metoksy,4-propoksyfenol ; (26) 2,3,5-trimetylofenol; (27) styren; 

(28) dekadienal; (29) 2,3,5-timetylobenzaldehyd 

134

Rysunek 3. Identyfikacja: (30) 2-metylofenantren 

Wśród zidentyfikowanych związków stwierdzono znaczną grupę 

związków aromatycznych, w tym kilka związków z grupy fenoli. W celu dodatkowej 

identyfikacji wykonano analizę ekstraktu ścieków w trybie SIM 

w zakresie 77-91 m/z (selektywnie dla związków aromatycznych). Na rysunku 

4 przedstawiono chromatogram wraz z identyfikacją, wykonany w trybie 

SIM. 

Rysunek 4. Chromatogram wykonany techniką GC-MS w trybie SIM w zakresie 77-91 m/z 

135

W celu sprawdzenia skuteczności deemulgacji, przeanalizowano dodatkowo 

chromatogram GC-MS wykonany w trybie SCAN pod kątem występowania 

w ekstrakcie węglowodorów nasyconych (rysunek 5). 

Rysunek 5. Identyfikacja n-alkanów w ekstrakcie ścieku, chromatogram GC-MS zarejestrowany 

w trybie SCAN 

Rysunek 5 wskazuje na obecność, pomimo deemulgacji, n-alkanów 

w ściekach. Jest to zjawisko niekorzystne, ponieważ obecność fazy węglowodorowej 

znacznie zwiększa zawartość LZO w ściekach. Dotyczy to głównie 

niskopolarnych i średniopolarnych związków, które rozpuszczają się 

w węglowodorach zemulgowanych w fazie wodnej ścieków. Dodatkowo występowanie 

fazy organicznej, znacznie zawyża ilość utleniacza potrzebnego 

na redukcję ChZT ścieków. 

W przypadku stosowania biologicznego oczyszczania ścieków, zbyt 

duży „ładunek” substancji organicznych w ściekach pooksydacyjnych wywołuje 

pienienie osadu czynnego w początkowym etapie oczyszczania. 

Uzyskane wyniki wskazują na występowanie szeregu podstawionych związków 

aromatycznych, w tym głownie fenoli, stosunkowo odpornych na stosowane 

powszechnie technologie oczyszczania ścieków. Zidentyfikowano 

również związki o charakterze odorowym, tj. aldehydy i ketony oraz związki 

nienasycone – co jak opisano na we wstępie do niniejszej pracy związane 

jest m.in. z procesami krakingu termicznego utlenianego asfaltu. 

PODSUMOWANIE 

W pracy przedstawiono metodykę identyfikacji lotnych związków organicznych 

w ściekach z instalacji oksydacji asfaltów. Zidentyfikowano 30 

związków organicznych, innych niż n-alkany. Znaczną część stanowiły 

związki aromatyczne, w tym fenole podstawione grupami alkilowymi. Wyniki 

identyfikacji posłużą opracowaniu technologii oczyszczania ścieków ukierunkowanej 

na zidentyfikowane grupy związków. 


Autorzy pragną podziękować Grupie LOTOS S.A. za pomoc w realizacji niniejszej 

pracy. 

136

LITERATURA 

1. Miura K., Nakanishi A., Hashimoto K., Treatment of the poisonous gas 

remaining after fumigation by use of an activated carbon adsorber, Ind. 

Eng. Chem. Process Des. Dev., 22 (1983), 469. 

2. Borgwardt R.H., Combined Flue Gas Desulfurization and Water Treatment 

in Coal-Fired Power Plants, Environ. Sci. Technol., 14 (1980), 294. 

3. Lianga C., Chena Y.J., Chang K.J., Evaluation of persulfate oxidative wet 

scrubber for removing BTEX gases, J. Hazard. Mater., 2 (2009), 164. 

4. Bokotko R.P., Hupka J., Miller J.D., Flue Gas Treatment for SO2 Removal 

with Air-Sparged Hydrocyclone Technology, Environ. Sci. Technol., 

39 (2005), 1184. 

5. Kaiser S., Weigl K., Spiess-Knafl K., Aichernig C., Friedl A., Modeling 

a dry-scrubbing flue gas cleaning process, Chem. Eng. Process., 

39, 425 (2000). 

6. Yassin L., Lettieri P., Simons S.J.R., German Study of the Process Design 

and Flue Gas Treatment of an Industrial-Scale Energy-from-Waste 

Combustion Plant, Ind. Eng. Chem. Res., 46, (2007), 2648. 

7. Stulir R., Stehlik P., Oral J., Fabikovic V., Fully integrated unit for thermal 

treatment of gas wastes, Appl. Therm. Eng., 21 (2001), 1883. 

8. Burgess J.E., Parsons S.A., Stuetz R.M., Developments in odour control 

and waste gas treatment biotechnology: a review, Biotechnol. Adv., 

19 (2001), 35. 

9. Rappert S., Muller R., Microbial degradation of selected odorous substances, 

Waste Manage., 25 (2005), 940. 

10. Philip L., Deshusses M.A., Sulfur Dioxide Treatment from Flue Gases 

Using a Biotrickling Filter−Bioreactor System, Environ. Sci. Technol., 

37 (2003), 1978. 

11. Leson G., Winer A.M., Biofiltration: an innovative air pollution control 

technology for VOC emissions, J. Air Waste Manage. Assoc., 

41 (1991), 1045. 

12. Pandey R.A., Mudliar S.N., Borgaokar S., Treatment of waste gas containing 

diethyldisulphide (DEDS) in a bench scale biofilter, Bioresour. 

Technol., 100 (2009), 131. 

13. Fino D., Russo N., Saracco G., Specchia V., Multifunctional Filter for 

Treatment of the Flue Gases from Municipal Waste Incinerators, Ind. 

Eng. Chem. Res., 44 (2005), 9542. 

14. Yan X., Unique selective detectors for gas chromatography: Nitrogen 

and sulfur chemiluminescence detectors, J. Sep. Sci., 29 (2006), 1931. 

15. Yan X., Detection by ozone-induced chemiluminescence in chromatography, 

J. Chromatogr. A, 842 (1999), 267. 

16. Van Stee L.L.P., Brinkman U.A.Th., Developments in the application of 

gas chromatography with atomic emission (plus mass spectrometric) 

detection, J. Chromatogr. A, 1186, (2008), 109. 

17. Dagan S., Comparison of gas chromatography–pulsed flame photometric 

detection–mass spectrometry, automated mass spectral deconvolu- 

137

tion and identification system and gas chromatography–tandem mass 

spectrometry as tools for trace level detection and identification, 

J. Chromatogr. A, 868 (2000), 229. 

18. Amirav A., Jing H., Pulsed Flame Photometer Detector for Gas Chromatography, 

Anal. Chem., 67 (1995), 3305. 

19. Jing H., Amirav A., Pulsed flame photometric detector – a step forward 

towards universal heteroatom selective detection, J. Chromatogr. 

A, 805 (1998), 177. 

20. Buttler B., Gas Chromatographic Determination of Propiconazole and 

Etaconazole in Plant Material, Soil, and Water, J. Agric. Food Chem., 

31 (1983), 4. 

21. Dewettinck T., Van Hege K., Verstraete W., The electronic nose as 

a rapid sensor for volatile compounds in treated domestic wastewater, 

Wat. Res., 35 (2001), 2475. 

22. Di Francesco, F., Lazzerini, B., Marcelloni, F., Pioggia, G., An electronic 

nose for odour annoyance assessment, Atmos. Environ., 35 (2001), 

1225. 

23. Che Harun F.K., Taylor J.E.; Covington J.A., Gardnem J.W., An electronic 

nose employing dual-channel odour separation columns with 

large chemosensor arrays for advanced odour discrimination, Sens. 

Actuators B., 141 (2009), 134. 

24. Capelli L., Sironi S., C´entola P., Del Rosso R., Grande M.I., Electronic 

noses for the continuous monitoring of odours from a wastewater treatment 

plant at specific receptors: Focus on training methods, Sens. 

Actuators B. 131 (2008), 53. 

138

Marian KAMIŃSKI, Bogdan KANDYBOWICZ 

Politechnika Gdańska, Wydział Chemiczny, Katedra Inżynierii Chemicznej 

i Procesowej, 80-233 Gdańsk, ul. Narutowicza 11/12, 

e-mail: mknkj@chem.pg.gda.pl 

METODYKA KOREKTY PROGRAMU ELUCJI 

W KOLUMNOWEJ CHROMATOGRAFII CIECZOWEJ 

– HPLC/UPC 

Użytkownik aparatu HPLC / UPC oczekuje zgodności przebiegu programu 

elucji na wlocie do kolumny z zaprogramowaną jego postacią. W praktyce - szczególnie 

z zastosowaniem modułów zasilania kolumny eluentem o programowanym 

składzie, wyposażonych w tzw. zawory proporcjonujące - mają miejsce odchylenia 

przebiegu programu elucji od wymaganej postaci. Ich amplituda mierzona w funkcji 

czasu, zależy od wartości opóźnienia transportowego (delay volume), od zastępczej 

objętości mieszania cieczy na drodze zawory proporcjonujące – wlot do kolumny 

(mixing volume) oraz od natężenia przepływu eluentu (flow rate) i jest względnie tym 

większa, im mniejsza jest skala rozdzielania oraz im większe wartości ww. objętości. 

W aparatach różnych producentów wartości te są zróżnicowane, co powoduje problemy 

z uzyskaniem odtwarzalności parametrów retencji uzyskiwanych z zastosowaniem 

tej samej kolumny i tych samych warunków rozdzielnia, lecz różnych aparatów 

HPLC/UPC. 

W pracy przedstawiono zastępczy model fizyczny gradientowego modułu zasilania 

eluentem kolumny HPLC/UPC, matematyczny opis modelu, zasady 

i sposoby doświadczalnego wyznaczania parametrów modelu oraz wykazano teoretycznie 

i potwierdzono doświadczalnie, że zastosowanie skorygowanej postaci programu 

elucji umożliwia całkowitą eliminację opisanych problemów z odtwarzalnością 

parametrów retencji otrzymywanych w warunkach elucji gradientowej. Korekta polega 

przede wszystkim na uwzględnieniu opóźnienia transportowego, co ostatnio zostało 

zaimplementowane do oprogramowania nowoczesnych aparatów UPC. Dodatkowo 

należy uwzględnić tzw. zastępczą objętość mieszania cieczy na drodze zawory 

proporcjonujące – kolumna i dokonać odpowiedniej modyfikacji postaci programu 

elucji, wprowadzonego do sterownika zaworami proporcjonującymi programatora 

zmian składu eluentu. Wykazano doświadczalnie, że w taki sposób zaprogramowana 

korekta programu elucji zapewnia uzyskiwanie powtarzalnych i odtwarzalnych wyników 

rozdzielania w warunkach elucji gradientowej, z zastosowaniem aparatów chromatograficznych 

o różnych parametrach w zakresie opóźnienia transportowego i objętości 

mieszania. Zwrócono też uwagę, że obowiązkiem producenta aparatu 

HPLC/UPC powinno być podawanie tych parametrów w specyfikacji technicznej aparatu 

chromatograficznego. 

WSTĘP 

Każdy użytkownik aparatu HPLC/UPC oczekuje, by program elucji na 

wlocie do kolumny chromatograficznej był zgodny z przebiegiem zaprogramowanym. 

Przy czym wydaje się, że program elucji wprowadzony do ste- 

139

ownika powinien zostać dokładnie zrealizowany na wlocie do kolumny. To 

oczekiwanie jest z gruntu błędne w przypadku stosowania aparatury wyposażonej 

w tzw. niskociśnieniowy system programowania składu eluentu (system 

z zaworami proporcjonującymi umieszczonymi po stronie ssącej pompy 

aparatu). Program wprowadzony do sterownika jest wówczas realizowany 

właśnie na wylocie z zaworów proporcjonujących i w sposób istotny jest on 

inny od otrzymywanego na wlocie do kolumny [1-15]. Dodatkowo, aparaty 

różnych producentów charakteryzują się różnymi wartościami objętości mieszania 

cieczy w przestrzeni między wylotem z układu programowania składu 

cieczy i wlotem do kolumny chromatograficznej, co powoduje, że ten sam 

program elucji wprowadzony do sterownika programatora składu eluentu 

aparatów chromatograficznych różnych producentów prowadzi do otrzymywania 

na wlocie do kolumny HPLC różnych funkcji przebiegu programu elucji 

i różnych w konsekwencji wartości czasu retencji tych samych substancji 

rozdzielanych z zastosowaniem tej samej kolumny. 

Można ogólnie stwierdzić, że w gradientowej aparaturze HPLC z zaworami 

proporcjonującymi przebieg programu elucji na wlocie do kolumny 

chromatograficznej często odbiega od programu oczekiwanego [1-16]. Jeśli 

synchronizacja cyklicznej pracy pompy i zaworów proporcjonujących jest zapewniona 

[1, 4], to rozbieżność między zaprogramowanym i zrealizowanym 

programem elucji jest spowodowana przez opóźnienie transportowe oraz – 

dodatkowo - mieszanie cieczy w elementach aparatu [1-6]. W konsekwencji, 

otrzymuje się istotne odchylenia wartości czasu retencji pików rozdzielanych 

substancji od wartości przewidywanych, np. obliczonych z zależności teoretycznych 

[1, 6], lub wyznaczonych przez oprogramowanie optymalizujące 

program elucji [4, 5]. Szczególnie ważne znaczenie ma w związku z tym problem 

uzyskiwania dobrej odtwarzalności wyników rozdzielania, z zastosowaniem 

aparatów różnych producentów i konkretnej procedury analitycznej 

[1-8]. Wynika to stąd, że aparaty HPLC/UPC różnych producentów charakteryzują 

się z reguły różnymi wartościami opóźnienia transportowego oraz objętości 

mieszania na drodze zawory proporcjujące – wlot do kolumny. Im 

mniejsze są wymiary stosowanej kolumny i względnie większe wartości ww. 

parametrów aparatu, tym omawiane odchylenia są względnie większe. 

W praktyce mogą dochodzić do kilku minut w zakresie wartości czasu retencji 

rozdzielanych substancji [4-6]. 

Wcześniejsze studia i badania teoretyczne, wykazały, że można zastosować 

takie procedury sterowania modułem wykonawczym systemu programowania 

składu eluentu, że następuje eliminacja odchylenia programu 

elucji otrzymanego na wlocie do kolumny od żądanej postaci programu 

[15-17]. Korekta powinna zapewnić nie tylko powtarzalność programu elucji, 

która zależy głównie od powtarzalności działania modułu programowania 

składu cieczy, ale także odtwarzalność wartości czasu retencji i innych parametrów 

rozdzielania. Wytwarzanie na wlocie do kolumny programu elucji, 

dokładnie o żądanej postaci, powinno zapewnić efektywne stosowanie istniejących 

narzędzi doboru optymalnego programu elucji oraz możliwość weryfikacji 

skuteczności tych narzędzi. 

140

CZĘŚĆ TEORETYCZNA 

Przeprowadzono analizę teoretyczną kilku wariantów, przedstawionego 

na rys. 1 w formie uogólnionej - aktualnego dla gradientowego aparatu 

chromatograficznego z zaworami proporcjonującymi, umieszczonymi po 

stronie niskiego ciśnienia pompy - zastępczego modelu mieszania cieczy 

w elementach gradientowego aparatu chromatograficznego. 

A 

0 1 2 3 4 5 6 

z 

B 

z 

P M Ma Vo 

R 

A+B 

Rysunek 1. Zastępczy model przyjęty dla matematycznego opisu zmian składu eluentu w układzie 

zasilania eluentem kolumny chromatograficznej. Oznaczenia: A, B – składniki eluentu, 

Z – zawory proporcjonujące, P – pompa, M – mieszalnik o objętości V, Ma – mieszalnik o objętości 

V a zastępujący mieszanie cieczy w aparacie poza mieszalnikiem M, Vo – pojemność o tłokowym 

profilu przepływu zastępująca opóźnienie transportowe, R – opór powodujący podwyższone 

ciśnienie pracy pompy, 1-6 – przekroje rozpatrywane w pełnym opisie modelu. 

Model na rys. 1 może zostać też zastosowany opisu mieszania cieczy 

w gradientowym aparacie chromatograficznym z zaworami proporcjonującymi, 

zarówno, umieszczonymi po stronie wysokiego, jak i niskiego ciśnienia, 

a także dla aparatu, w którym programowanie składu cieczy odbywa się 

na drodze sterowania kilkoma równocześnie pracującymi pompami (tzw. wysokociśnieniowy 

system programowania składu cieczy). Jednak, ścisły opis 

matematyczny uwzględniający wszystkie elementy modelu na rys. 1 jest stosunkowo 

skomplikowany. 

Do analizy teoretycznej problemu, zastosowano uproszczony model, 

który pozwala łatwo otrzymać ścisły opis teoretyczny [15-17]. Otrzymane 

wyniki okazały się, jednocześnie, w zadowalającym stopniu przydatne praktycznie. 

Model ten składa się z połączonych wzajemnie szeregowo elementów: 

”Z” (programator programu elucji, generujący w przekroju „1” określoną 

funkcję programu elucji), mieszalników „M i Ma”, które zastąpiono jednym 

mieszalnikiem „M” o objętości Vz oraz elementu Vo, zastępującego opóźnienie 

transportowe (które zawsze ma miejsce na drodze: programator programu 

elucji – kolumna chromatograficzna). Model składa się, więc, tylko 

z jednego mieszalnika o objętości Vz = V+Va, zastępującego mieszanie cieczy 

w przestrzeni między elementami wykonawczymi programatora składu 

eluentu oraz z elementu (Vo), zastępującego opóźnienie transportowe między 

wylotem z programatora składu eluentu i wlotem do kolumny chromatograficznej. 

141

Analiza teoretyczna takiego modelu, w przypadku liniowego programu 

elucji, żądanego na wlocie do kolumny chromatograficznej (w przekroju „5”), 

prowadzi do następujących wniosków (czytelnik może samodzielnie wyprowadzić 

odpowiednie zależności, jeżeli ma chęć „poćwiczyć” układanie i rozwiązywanie 

dość prostych równań różniczkowych, mających praktyczne zastosowanie): 

- Gdy programator składu eluentu realizuje w przekroju „1” liniową funkcję 

programu elucji (1) w postaci: 

X = at + b (1) 

- to w stanie ustalonym (t >> TA = Vz/w), otrzymamy na wylocie z mieszalnika 

Vz (w przekroju „4”) następujący przebieg (2) funkcji programu elucji : 

X 1 (t) = a⋅ t + b + a⋅TA (2) 

Analiza równań, prowadzących do otrzymania zależności (2) w okresie, 

zarówno stanu ustalonego, jak i w stanie nieustalonym, sugeruje możliwość 

takiego przekształcenia programu sterowania elementami wykonawczymi 

urządzenia gradientowego (zaworami proporcjonującymi, lub 

równolegle pracującymi pompami), aby na wlocie do kolumny otrzymywać 

pożądany program elucji, zgodny z równaniem (1). 

W przypadku liniowego programu elucji, przebieg skorygowany programu 

przedstawia się następująco: 

X k (t) = (at + b) + TA · a + δ(t) · TA · [b –X 1 (0)] (3) 

gdzie: 

w – objętościowe natężenie przepływu eluentu w kolumnie; 

δ(t) – delta Diraca; 

X 1 (0) – początkowa zawartość składnika B w mieszalniku Vz w czasie t=0 

(w praktyce wartość b), a więc ostatni składnik zależności (3) wynosi zero. 

W konsekwencji, gdy do programatora składu eluentu, w przypadku 

żądania otrzymywania liniowego programu elucji w kolumnie, zostanie 

wprowadzona skorygowana funkcja programu o postaci zależności (3), 

i, gdy jednocześnie zostanie skorygowany moment wprowadzenia próbki do 

kolumny o wartość opóźnienia transportowego (to = Vo/w) - to na wlocie do 

kolumny chromatograficznej (w przekroju „5”) powinna zostać otrzymana dokładnie 

funkcja programu elucji w postaci równania (1). 

Rysunek 2 ilustruje wyniki studiów teoretycznych dla oczekiwania liniowego 

przebiegu funkcji programu elucji w kolumnie (przy czym, wartość 

ΔXp na rys. 2 jest tożsama z aTA w równaniach (1) do (3)). Podobne wnioski 

otrzymano także dla wybranych, nieliniowych postaci programu elucji. 

W konsekwencji, w myśl streszczonych tu wyników rozważań teoretycznych, 

142

program elucji, otrzymywany na wlocie do kolumny chromatograficznej, może 

być dokładnym odwzorowaniem postaci funkcji, która jest oczekiwana. 

Rysunek 2. Schematyczne wykresy, związane ze zniekształceniem i korektą liniowego programu 

elucji, gdy aparat chromatograficzny można modelować obiektem inercyjnym I rzędu (idealnym 

mieszalnikiem) o objętości Vz = V+Va. Opóźnienie transportowe pominięto. Program pożądany: 

X = at+b; Program skorygowany: X = at+b + (a⋅TA) ; TA = Vz/w. 

a – pożądany przebieg programu elucji na wlocie do kolumny chromatograficznej, 

a’ – rzeczywisty przebieg programu elucji (linia ciągła), otrzymany na wlocie do kolumny chromatograficznej, 

gdy programator wykonuje program naszkicowany linią kreskową; 

b – programator wykonuje program skorygowany, zgodny z linią ciągłą; 

b’ – przebieg programu elucji, zrealizowany na wlocie do kolumny w wyniku wprowadzenia do 

programatora programu skorygowanego „b”. 

CZĘŚĆ DOŚWIADCZALNA 

Zastosowano dwa różne komercyjne analityczne gradientowe chromatografy 

cieczowe z zaworami proporcjonującymi po stronie ssącej pompy, 

charakteryzujące się zróżnicowanymi wartościami parametrów dynamiki 

mieszania cieczy w przestrzeni przed wlotem do kolumny chromatograficznej. 

W tabeli 1 podano dla obu aparatów wartości parametrów dynamiki 

mieszania cieczy oraz przebiegi funkcji programu elucji, wprowadzone do 

programatora. Zastępczą objętość mieszania Vz w elementach aparatu na 

143

drodze od zaworów proporcjonujących do wlotu do kolumny chromatograficznej 

oraz wynikającą z niej zastępczą stałą czasową TA (TA = Vz/w) wyznaczono 

metodą „0.632”. 

Wpływ korekty programu elucji na wartość parametrów retencji substancji 

rozdzielanych w warunkach elucji gradientowej badano dla wartości 

natężenia przepływu w = 1,5 cm 3 /min, z zastosowaniem typowej kolumny 

Lichrospher RP 18 5 μm o wymiarach 125x4 mm i 250x4 mm, rozdzielając 

acetanilid i węglowodory aromatyczne. Zastosowano, często wykorzystywaną 

w praktyce, wartość gradientu stężenia ok. 4,5%/min w zakresie od 4% 

do 90% metanolu w wodzie. Analizowano też wpływ opóźnienia transportowego. 

Dzięki obecności acetonu w cieczy A (0,025% v/v) i cieczy B (0,1% 

v/v) otrzymywano jednocześnie chromatogramy oraz orientacyjne przebiegi 

zmian udziału składnika B w eluencie na wylocie z kolumny. 

WYNIKI I WNIOSKI 

W badaniach zastosowane dwa różne gradientowe aparaty chromatograficzne, 

scharakteryzowane w tab. 1 pod względem wartości parametrów 

dynamiki mieszania cieczy i odpowiednich skorygowanych postaci programu 

elucji. Rozpatrywano trzy warianty korekty programu elucji i momentu 

wprowadzenia próbki do kolumny, zilustrowane na rysunku 3: 

a) Próbkę dozowano ignorując istnienie zarówno opóźnienia transportowego, 

jak i mieszania cieczy przed wlotem do dozownika (tak jak, ma to 

miejsce dotychczas – rysunek 3a), 

b) Próbkę dozowano z opóźnieniem w stosunku momentu uruchomienia 

programatora gradientu elucji; wielkość opóźnienia, tak dobrana, by 

próbka „trafiła” w kolumnie na początek realizacji programu elucji, jednak 

nie korygowano programu elucji ze względu na mieszanie cieczy przed 

wlotem do kolumny (rysunek 3b), 

c) Uwzględniono obydwa efekty powodujące odchylenie programu elucji od 

żądanego przebiegu, tj. dozowano z uwzględnieniem opóźnienia transportowego 

oraz skorygowano program elucji (rysunek 3c). 

Tabela 1. Parametry dynamiki mieszania cieczy w aparatach wykorzystanych 

w doświadczeniach, których wyniki przedstawiono na rysunku 4-6 

i w tabeli 2 oraz 3 

Lp. 

Nazwa aparatu 

Opóźnienie 

transportowe 

Zastępcza 

objętość 

mieszania cieczy 

Postać skorygowanego 

programu elucji 

[cm 3 ] / [min] [cm 3 ] / [min] (a * t + aTA) 

1 LaChrom (Ap.1) 0.6 / 0.4 0.35 / 0.23 4.3 %/min * t + 1% 

2 Lichrograph (Ap.2) 2.4 / 1.6 1.05 / 0.7 4.3 %/min * t + 3% 

Vz wyznaczano metodą „0,632” [15-17]. 

144

Rysunek 3. Szkicowe przedstawienie przebiegów programu elucji (X 2 ) na wlocie do kolumny 

chromatograficznej w relacji do momentu dozowania próbki: 

a) przy braku korekty programu elucji i nieuwzględnieniu opóźnienia transportowego 

b) po uwzględnieniu opóźnienia transportowego, ale bez korekty programu elucji, 

c) po uwzględnieniu opóźnienia transportowego oraz zastosowaniu korekty programu elucji. 

Linia kreskowa - pożądany przebieg programu elucji, linia ciągła - zrealizowany przebieg programu 

elucji, strzałką zaznaczono moment dozowania próbki. t 0 – opóźnienie transportowe. 

Na rysunku 3 linią kreskową zaznaczono pożądany przebieg programu 

elucji, linią ciągłą zrealizowany przebieg programu elucji, zaś strzałką 

moment dozowania próbki. Jak widać, przy uwzględnieniu tylko korekty 

opóźnienia transportowego (rysunek 3b), następuje przesunięcie programu 

elucji w kolumnie wzdłuż osi czasu względem momentu dozowania próbki. 

W przypadku całkowitej korekty (rysunek 3c) następuje także zmiana charakteru 

funkcji opisującej przebieg funkcji programu elucji zrealizowany na 

wlocie do kolumny i dostosowanie jej do pożądanego (w tym przypadku 

– liniowego) przebiegu. Ma miejsce usunięcie początkowego zagięcia krzywej 

programu elucji oraz eliminacja dodatkowego przesunięcia tej linii spowodowanego 

mieszaniem cieczy przed wlotem do kolumny. 

Różnice przebiegu programu elucji w kolumnie przekładają się na 

różnice czasu i objętości retencji rozdzielanych substancji. Różnice objętości 

retencji są względnie tym większe, im większe jest opóźnienie transportowe, 

im większa jest wartość zastępczej stałej czasowej TA oraz im mniejsza jest 

145

objętość wypełnienia kolumny. Dodatkowo, przesunięcie czasu retencji jest 

tym większe, im mniejsze jest natężenie przepływu eluentu (w). 

Potwierdzają to przedstawione na rysunku 4 przykłady chromatogramów 

uzyskanych dla dwóch aparatów w warunkach elucji gradientowej oraz 

zawarte w tabeli 1 wartości czasu retencji i zawarte w tabeli 3 wartości powierzchni 

pików, otrzymane: 

A. przy braku korekty programu elucji i nieuwzględnieniu opóźnienia transportowego, 

rysunek 3a, tabele 2 i 3 kolumna A; 

B. po uwzględnieniu opóźnienia transportowego, ale bez korekty programu 

elucji, rysunek 3b, tabele 2 i 3 kolumna B; 

C. po uwzględnieniu opóźnienia transportowego oraz zastosowaniu korekty 

programu elucji, rysunek 3c, tabele 2 i 3 kolumna C. 

Rysunek 4. Zestawienie 3-6 nałożonych chromatogramów otrzymanych w warunkach elucji 

gradientowej z zastosowaniem obu aparatów chromatograficznych (Ap. 1 i Ap. 2): 

A. przy braku korekty programu elucji i nieuwzględnieniu opóźnienia transportowego, 

B. po uwzględnieniu opóźnienia transportowego, ale bez korekty programu elucji, 

C. po uwzględnieniu opóźnienia transportowego oraz zastosowaniu korekty programu elucji. 

Pożądany program elucji X = 4,3[%/min.] * t + 4% (w zakresie 4% do 90%), ciecz A – woda, 

ciecz B – metanol + 0,1% acetonu, w=1,5 cm 3 /min, kolumna – Lichrospher RP 18 5 μm, 

125x4 mm, t = 30°C. Ap. 1 – LaChrom (Merck-Hitachi), Ap. 2 – Lichrograph (Merck-Hitachi). 

Rozdzielane substancje: 1 - acetanilid, 2 – benzen, 3 – toluen, 4 – o-ksylen, 5 – n-butylobenzen. 

146

Tabela 2. Zestawienie średnich wartości czasu retencji bez i po zastosowaniu 

korekty programu elucji 

A) przy braku korekty programu elucji i nie uwzględnieniu opóźnienia transportowego, 

B) po uwzględnieniu opóźnienia transportowego, ale bez korekty programu 

elucji, 

C) po uwzględnieniu opóźnienia transportowego oraz zastosowaniu korekty 

programu elucji. 

A B C 

Aparat: Ap. 1 Ap.2 Ap. 1 Ap.2 Ap.1 Ap.2 

Substancja: [min] [min] [min] [min] [min] [min] 

Acetanilid 6,82 8,21 6,88 6,85 6,09 6,08 

Benzen 12,5 14,06 12,46 12,38 11,65 11,66 

Toluen 16,62 16,81 15,20 15,11 14,64 14,65 

o-ksylen 16,91 18,47 16,90 16,84 16,34 16,35 

n-butylo-benzen 19,51 21,37 19,45 19,41 18,99 19,01 

Na rys. 5 porównano chromatogramy otrzymane bez zastosowania 

korekty programu elucji i gdy w korekcie uwzględniono tylko jeden z efektów, 

powodujących odchylenie programu na wlocie do kolumny od zaprogramowanej 

postaci. 

Na podstawie chromatogramów na rys. 4 i 5 oraz wartości czasu retencji, 

zamieszczonych w tabeli 2, widać, że czas retencji substancji rozdzielanych 

w warunkach elucji gradientowej różni się znacznie bez i z zastosowaniem 

korekty programu elucji. Widać też, że największe znaczenie przy 

przenoszeniu parametrów retencji między aparatami o różnych wartościach 

dynamiki mieszania, ma uwzględnienie opóźnienia transportowego, a w następnej 

kolejności korekta programu elucji uwzględniająca mieszanie cieczy. 

W przypadku gradientowego aparatu chromatograficznego z kolumnami mikropakowanymi 

sytuacja może być odwrotna. 

Powyższe wyniki dobitnie też dokumentują, że bez zastosowania odpowiedniej 

korekty programu elucji nie można oczekiwać zadowalającej odtwarzalności 

parametrów retencji między aparatami o różnych wartościach 

parametrów dynamiki mieszania cieczy przed wlotem do kolumny chromatograficznej, 

szczególnie gdy znaczne są różnice opóźnienia transportowego. 

Widać też, że stosowanie w praktyce narzędzi programowych przewidujących 

parametry retencji na podstawie przebiegu funkcji programu elucji, 

wymiarów kolumny i natężenia przepływu eluentu musi być obarczone określonym 

błędem, gdy nie uwzględnia się wpływu mieszania cieczy w przestrzeni 

przed wlotem do kolumny chromatograficznej, a zwłaszcza wpływu 

opóźnienia transportowego. 

Można dodać, że wtedy gdy eluent A (tzn. eluent, od którego rozpoczyna 

się program elucji) posiada znikomą siłę elucyjną, wówczas korygowanie 

momentu dozowania próbki o wartość opóźnienia transportowego nie 

jest konieczne. Dopóki eluent ma zerową siłę elucyjną, to znaczy do czasu, 

gdy nie zacznie wpływać do kolumny również składnik B eluentu, rozdziela- 

147

ne substancje nie podlegają elucji. Wtedy wystarczy zastosować tylko korektę 

uwzględniającą mieszanie cieczy. 

Na podstawie danych w tabeli 3 widać, natomiast, że stosowanie korekty 

programu elucji ma przede wszystkim znaczenie dla otrzymywania 

oczekiwanych wartości czasu (objętości) retencji i nie ma dużego wpływu na 

odtwarzalność oraz powtarzalność powierzchni pików i, w konsekwencji, na 

możliwość przenoszenia parametrów kalibracyjnych między różnymi aparatami, 

gdy czułości detektora i warunki dozowania i chromatografowania są 

takie same. Jedynie, gdy zastosowanie korekty programu elucji znacznie 

zmieni czas retencji, to można spodziewać się różnic wartości powierzchni 

pików i w konsekwencji wartości współczynników kalibracyjnych, szczególnie 

dla substancji o niskich i wysokich wartościach czasu retencji. 

Tabela 3. Zestawienie średnich wartości powierzchni pików bez i po zastosowaniu 

korekty programu elucji uwzględniającej wpływ zastępczej objętości 

mieszania cieczy przed wlotem do kolumny oraz bez i po uwzględnieniu 

wpływu opóźnienia transportowego na przebieg programu elucji (prowadzących 

do otrzymywania odpowiednich chromatogramów przedstawionych na 

rysunku 4) 

A) brak korekty programu elucji i nieuwzględnienie opóźnienia transportowego; 

B) po uwzględnieniu opóźnienia transportowego, ale bez korekty programu 

elucji ze względu na dynamikę mieszania cieczy przed wlotem do kolumny; 

C) po uwzględnieniu opóźnienia transportowego oraz zastosowaniu korekty 

programu elucji eliminującej mieszanie cieczy. 

A B C 

Substancja / 

Aparat 

Ap. 1 Ap.2 Ap. 1 Ap.2 Ap.1 Ap.2 

[mVs] [mVs] [mVs] [mVs] [mVs] [mVs] 

Acetanilid 10679 

10836 

(157) *) 10634 10710 

10700 

10640 

(76) 

(60) 

Benzen 266 271 (5) 264 267 (3) 263 265 (2) 

Toluen 631 639 (8) 651 658 (7) 662 668 (6) 

o-ksylen 911 

924 

(13) 

916 925 (9) 922 926 (4) 

n-butylobenzen 776 796 (20) 779 791 (12) 783 788 (5) 

*) 

– w nawiasach podano różnice otrzymanych wartości średnich powierzchni pików. 

Zbadano też wpływ niedokładnego wyznaczenia zastępczej objętości 

mieszania Vz zastosowanej do określenia skorygowanego programu elucji 

na uzyskiwane wartości czasu retencji. Na rysunku 5 przedstawiono chromatogramy 

otrzymane dla trzech programów elucji, różniących się wartością 

zastępczej objętości mieszania przyjętą do obliczenia korekty programu elucji, 

a co za tym idzie, różniących się parametrem „b” (b+aTA) w równaniu 

prostej opisującej program elucji wprowadzany do programatora. 

148

Tabela 4. Zestawienie wartości czasu retencji, zastępczych objętości 

mieszania, stałych czasowych oraz odpowiadające im równania skorygowanego 

programu elucji, wykorzystane do otrzymania chromatogramów na rysunku 

5 (Vo = 3 ml, Vz = 1.4 ml) 

Chromatogram 

na rysunku 5 

A B C 

V 0 [cm3] / t 0 [min] 3,0 / 2,0 3,0 / 2,0 3,0 / 2,0 

Vz [cm3] / TA [min] 1,05 / 0,7 1,40 / 0,93 1,74 / 1,16 

Równanie skorygowanej 

funkcji programu elucji 4,3[%/min]*t+6[%] 4,3[%/min]*t+7[%] 4,3[%/min]*t+8[%] 

4,3[%/min]*t + 4% [v/v] 

Substancja 

Czas retencji [min] 

1. Acetanilid 6,14 5,99 5,81 

2. Benzen 11,71 11,56 11,33 

3. Toluen 14,6 14,4 14,2 

4. o-ksylen 16,3 16,1 15,8 

5. n-butylobenzen 18,9 18,7 18,4 

W tabeli 4 zestawiono wartości zastępczej objętości mieszania przyjęte 

do korekty, odpowiadające im wartości zastępczej stałej czasowej, postaci 

skorygowanych równań programu elucji dla odpowiednich chromatogramów 

oznaczonych na rysunku 6 jako a, b, c oraz podano uzyskane czasy retencji 

poszczególnych rozdzielanych substancji. 

Jak można zauważyć, nawet przy dość dużej zmianie zastępczej objętości 

mieszania, o 0,4 cm 3 , wykorzystywanej dla korygowania programu 

elucji, zmiany uzyskiwanych wartości czasu retencji są względnie nieduże 

(na poziomie ok. 0,2 min). Oznacza to, że niewielkie błędy w wyznaczaniu 

zastępczej objętości mieszania nie powinny poważnie pogorszyć odtwarzalności 

czasu retencji. 

Badania wykazały niewielki, praktycznie pomijalny, wpływ sposobu 

i stopnia korekty programu elucji na powtarzalność: czasu retencji oraz powierzchni 

pików, - dla tego samego aparatu, kolumny i tych samych warunków 

rozdzielania. Wydaje się to oczywiste, także intuicyjnie, ponieważ charakter 

funkcji programu elucji powinien mieć drugorzędny wpływ na 

powtarzalność otrzymywanych wartości czasu retencji oraz powierzchni pików 

chromatograficznych. O powtarzalności uzyskiwania ww. parametrów 

w warunkach kolumnowej chromatografii cieczowej z wykorzystaniem programowania 

składu cieczy decyduje przede wszystkim powtarzalność wytwarzania 

przez aparat określonej wartości składu eluentu czy powtarzalność 

realizacji określonej postaci programu elucji, w tym dokładność 

i stabilność pracy pompy. 

149

Rysunek 5. Ilustracja wpływu rodzaju korekty programu elucji na czas retencji dla aparatu 

Lichrograph. Symbolem „I” oznaczono chromatogramy otrzymane przy braku korekty programu 

elucji, a symbolem „II”, odpowiednio, chromatogramy: 

a) gdy skorygowano tylko wpływ mieszania cieczy przed wlotem do kolumny, 

b) gdy skorygowano tylko wpływ opóźnienia transportowego, 

c) gdy skorygowano oba efekty jednocześnie. 

Pożądany program elucji X = 5[%/min.] * t, ciecz A - woda, ciecz B – metanol + 0,1% acetonu, 

w = 1,5 cm 3 /min, kolumna – Lichrospher RP 18 5 μm, 125x4 mm, t = 30°C. 

Substancje: 1 – acetanilid, 2 – benzen, 3 – toluen, 4 – o-ksylen, 5 – n-butylobenzen 

Rysunek 6. Ilustracja wartości wpływu zastępczej objętości mieszania przyjętej do obliczenia 

korekty programu elucji na czas retencji dla aparatu Lichrograph. 

Pożądany program elucji X = 4,3[%/min.] *t +4% (w zakresie 4% do 90%), opóźnienie transportowe 

V 0 = 3 cm 3 , t 0 = 2 min, ciecz A - woda, ciecz B – metanol + 0,1% acetonu, w = 1,5 cm 3 /min, kolumna 

– Lichrospher RP 18 5 μm, 125x4 mm, t = 30°C. 

Przyjęte wartości zastępczych objętości mieszania, stałych czasowych oraz odpowiadające im 

równania skorygowanego programu elucji: 

a – Vz = 1,05 cm 3 , TA z = 0,7 min, X = 4,3[%/min]*t+6[%], 

b – Vz = 1,40 cm 3 , TA z = 0,93 min, X = 4,3[%/min]*t+7[%], 

c – Vz = 1,74 cm 3 , TA z = 1,16 min, X = 4,3[%/min]*t+8[%], 

Rozdzielane substancje: 1 – acetanilid, 2 – benzen, 3 – toluen, 4 – o-ksylen, 5 – n-butylobenzen. 

150

Zupełnie inaczej ma się sprawa z odtwarzalnością czasu retencji 

z wykorzystaniem różnych aparatów HPLC. Wykazano, że z zastosowaniem 

tej samej kolumny i programu elucji, parametry retencji mogą znacznie różnić 

się wartości czasu (objętości) retencji, gdy nie zostanie zastosowana korekta 

programu elucji, a wartości opóźnienia transportowego i zastępcze objętości 

mieszania dwóch aparatów są różne. 

WNIOSKI KOŃCOWE 

Studia i badania wykonane w ramach tej pracy wykazały, że istnieje 

prosty sposób postępowania, zapewniający otrzymanie na wlocie do kolumny 

chromatograficznej, z dobrą dokładnością, takiej postaci programu elucji, 

jakiego żądamy. W tej pracy wykazano to dla liniowych programów elucji. 

Teoretyczne zasady postępowania zostały przedstawione dla liniowych 

i nieliniowych programów elucji w pracy [15]. Dla liniowego programu elucji 

zasady teoretyczne i sposób postępowania opisują i ilustrują zależności (1) 

do (3) oraz rys. 1 do 3. 

- Należy wprowadzić skorygowany program elucji do sterownika programatora 

eluentu oraz uruchomić dozownik po upływie czasu określonego na 

podstawie doświadczalnie wyznaczonej wartości opóźnienia transportowego 

oraz aktualnie stosowanego natężenia przepływu eluentu. 

- Postępowanie takie zapewnia otrzymywanie, zarówno powtarzalnych rezultatów 

rozdzielania, jak i odtwarzalność wyników, w przypadku stosowania 

gradientowych aparatów chromatograficznych o różnych wartościach 

parametrów dynamiki mieszania cieczy [15-17] (różne wartości 

opóźnienia transportowego (Vo) i różne wartości zastępczej objętości 

mieszania cieczy w przestrzeni między wylotem z programatora i wlotem 

do kolumny chromatograficznej (Vz) dla różnych gradientowych aparatów 

chromatograficznych). 

- Stosowanie w praktyce opisanej tu metody korekty programu elucji ma 

znaczenie dla uzyskiwania zgodności parametrów retencji z wartościami 

przewidywanymi teoretycznie oraz dla weryfikacji poprawności narzędzi 

predykcji optymalnego przebiegu programu elucji. 

- Korekta programu elucji powinna być przede wszystkim stosowana 

w przypadku gradientowych chromatografów cieczowych wyposażonych 

w tzw. niskociśnieniowe systemy programowania składu eluentu (układy 

z zaworami proporcjonującymi po stronie ssącej pompy) oraz przy wykorzystywaniu 

z zastosowaniem elucji gradientowej mikrokolumn pakowanych 

i kapilarnych (gdy zastępcze objętości mieszania i wartości opóźnienia 

transportowego są względnie wysokie). 

- Użytkownik aparatu chromatograficznego może dość łatwo wyznaczyć 

doświadczalnie wartości parametrów opisujących dynamikę mieszania 

cieczy w gradientowym aparacie chromatograficznym między wylotem 

z programatora a wlotem do kolumny chromatograficznej [16, 17], jednak, 

wartości tych parametrów powinny zostać wyznaczone i podawane przez 

producenta aparatu chromatograficznego. 

151

ZNACZENIE SYMBOLI 

a, b - współczynniki w liniowym programie elucji gradientowej (X = AT + b), 

t - czas, wyrażony w [s] albo [min], 

t 0 , To - opóźnienie transportowe, wyrażone w [s], albo [min], 

TA - zastępcza stała czasowa mieszalnika i aparatu, modelowana pojedynczym 

elementem inercyjnym I rzędu, [s] albo [min], 

Vo - opóźnienie transportowe wyrażone w [cm 3 ], 

Vz - zastępcza objętość mieszania w mieszalniku i aparacie chromatograficznym 

modelowanym elementem inercyjnym I rzędu, wyrażona 

w [cm 3 ], 

w - objętościowe natężenie przepływu fazy ruchomej przez kolumnę 

chromatograficzną, wyrażone w [cm 3 /min], 

X, X 1 - stężenie objętościowe składnia B, C, … w eluencie, wyrażone jako 

udział objętościowy [v/v] (ułamek objętościowy), albo [% v/v] 

(procent objętościowy). 

LITERATURA 

1. Snyder L.R., Kirkland J.J., Glajch J.L., “Practical HPLC Method Development” 

, Willey, New York, NY, 1998. 

2. Dolan J.W., LC-GC 5 (1987) 950. 

3. Dolan J.W., LC-GC- 6 (1988) 388. 

4. Snyder L.R., Dolan J.W., LC-GC 8 (7) (1990) 524. 

5. Quarry M.A., Grob R.L., Snyder L.R., J. Chromatogr. 285 (1984) 1. 

6. Jandera P., Churacek J., “Gradient Elution in Column Liquid Chromatography”, 

Elsevier, Amsterdam, 1985. 

7. Dolan J.W., LC-GC INT. 8(1) (1995) 1. 

8. Dolan J.W., LC-GC INT, 8(7) (1995) 1. 



11. Engelhardt H., Arangio M., Lobert T., LC-GC-INT. 10(12) (1997) 803. 

12. Engelhardt H., Ah G. r, Chromatographia, 14 (1981) 227. 

13. Sjödahl J., Lundin H., Eriksson R., Ericson J., Chromatographia 16 

(1982) 325. 

14. Dolan J.W., Snyder L.R., “Troubleshooting LC Systems”, Humana 

Press, Clifton, New York, 1989. 

15. Kamiński M., Kandybowicz B. and Kowalczyk J.S., J. Chromatogr., 292 

(1984) 85. 

16. Kamiński M., Kandybowicz B., Szukalski J., Chem. Anal. (Warsaw) 38 

(1993) 237. 

17. Kamiński M., Kandybowicz B., Proceedings of 11 th International Symposium 

on Column Liquid Chromatography, Amsterdam, 1987. 

152

Mariusz S. KUBIAK 1 , Magdalena POLAK 2 , Paweł PISZCZ 3 

1 

Katedra Procesów i Urządzeń Przemysłu Spożywczego, Wydział Mechaniczny, 

2 

3 

Politechnika Koszalińska, Koszalin 

Katedra Towaroznawstwa i Badań Żywności, Wydział Nauki o Żywności, 

Uniwersytet Warmińsko-Mazurski, Olsztyn 

Instytut Chemii, Zakład Chemii Analitycznej, Wydział Nauk Ścisłych, Akademia Podlaska, Siedlce 

OZNACZANIE POZIOMU ZAWARTOŚCI B(a)P 

W RYNKOWYCH PRZETWORACH MIĘSNYCH 

Z WYKORZYSTANIEM HPLC 

Zagadnienia związane ze skażeniem środowiska naturalnego oraz zanieczyszczeniami 

artykułów rolno-spożywczych wzbudzają zainteresowanie społeczeństwa 

już od kilku lat. W związku ze wzrostem uprzemysłowienia w ciągu ostatnich kilku 

dekad, ilość związków chemicznych, wprowadzonych do środowiska naturalnego 

przez człowieka, osiągnęła ogromne rozmiary. 

WSTĘP 

Szacuje się, że w środowisku występuje obecnie ponad 100 000 ksenobiotyków, 

które nie występowały w nim wcześniej [2, 22]. Zatem w codziennym 

życiu organizm ludzki jest narażony na działanie tysięcy substancji 

chemicznych, które są wytworem naturalnych procesów, jak również działalności 

człowieka. Niektóre z nich są korzystne dla zdrowia (na przykład główne 

składniki żywności), ale wiele innych może wpływać negatywnie, pogarszając 

jakość i bezpieczeństwo życia [7, 33]. 

Prowadzona edukacja w środkach masowego przekazu i dotycząca szczególnie 

zagrożenia zdrowia związanego ze spożyciem żywności skażonej mikrobiologicznie 

czy chemicznie sprawiła, że w konsumenckiej ocenie artykułów 

rolno-spożywczych brane są pod uwagę nie tylko walory użytkowe, 

sensoryczne, higieniczne czy estetyczne, ale i zawartość substancji obcych 

w produkcie, mogąca zagrażać bezpieczeństwu zdrowia [6]. Podawane 

informacje sprawiają, że w konsumenckiej ocenie artykułów rolno- 

-spożywczych została zdefiniowana kolejna cecha, na którą przeciętny konsument 

zaczął zwracać uwagę. 

Wykrywanie dużego poziomu w różnych elementach środowiska 

związków pogarszających jakość życia pogłębia zakres prowadzonych badań 

nad ich dopuszczalnym stężeniem. Z uwagi na to, że zdrowie społeczeństwa 

jest największym dobrem, coraz większego znaczenia nabierają 

czasowo-przestrzenne badania monitoringowe poziomu kontaminantów zarówno 

w artykułach rolno-spożywczych, jak i w paszach dla zwierząt. Pozwalają 

one na ustalenie zarówno pochodzenia skażeń chemicznych, jak 

i ich przyczyn, co umożliwia skuteczne zapobieganie zagrożeniom bezpieczeństwa 

zdrowia konsumentów oraz zwierząt hodowlanych [33, 38]. 

153

Do związków tej grupy należą metale ciężkie, trwałe zanieczyszczenia 

organiczne, w tym węglowodory chloroorganiczne, dioksyny, polichlorowane 

bifenyle, a także wielopierścieniowe węglowodory aromatyczne (WWA). 

Najczęściej stosowane są dwie techniki chromatograficzne: chromatografia 

gazowa sprzężona ze spektrometrią mas (GC/MS) oraz wysokosprawna 

chromatografia cieczowa z detekcją fluorescencyjną (HPLC/FLD). 

Celem pracy było oznaczenie benzo(a)pirenu w wybranych rynkowych przetworach 

mięsnych poddanych różnym metodom wędzenia i określenie 

poziomu zanieczyszczenia. Przygotowanie próbki do oznaczenia benzo(a)pirenu 

w rynkowych przetworach mięsnych wędzonych obejmowało 

ekstrakcję frakcji lipidowej, zastosowanie techniki SEC do wydzielenia węglowodorów 

z tłuszczu i techniki wysokosprawnej chromatografii cieczowej 

z detekcją fluorescencyjną (HPLC/FLD). 

Jednym z głównych źródeł WWA są paliwa kopalniane – węgiel i ropa 

naftowa, z których są uwalniane. Powstają także w czasie wytwarzania 

energii w elektrowniach i elektrociepłowniach. Drugim istotnym źródłem emisji 

do atmosfery są gazy spalinowe transportu samochodowego, jak również 

dymy z kotłowni, urządzeń grzewczych i zakładów przemysłowych, w szczególności 

przemysłu ciężkiego, hut, koksowni i tym podobnych. 

Policykliczne węglowodory występują w powietrzu w formie par lub skondensowane 

są na cząsteczkach pyłów. W zależności od warunków atmosferycznych 

mogą się przemieszczać na znaczne odległości od źródeł emisji 

i sprzyjać imisji WWA nawet na terenach słabo zindustrializowanych lub 

typowo rolniczych. Zazwyczaj cięższe wielopierścieniowe węglowodory 

(o masie cząsteczkowej powyżej 228 u) są przenoszone wraz z pyłami. 

Opadające z atmosfery pyły i kondensujące na powierzchni związki mogą 

zanieczyszczać surowce rolno-spożywcze, wodę i glebę [2, 33]. 

Wśród węglowodorów zanieczyszczających atmosferę przeważają alifatyczne 

(nasycone i nienasycone) oraz aromatyczne, o małej masie cząsteczkowej 

[24]. Alkeny i dieny w zakresie temperatur 500-800 o C typowych 

dla rozkładu termicznego (w szczególności w warunkach ograniczonego dostępu 

tlenu) mają tendencję do rodnikowej polimeryzacji, tworząc wielopierścieniowe 

węglowodory aromatyczne. Uwolnione do atmosfery policykliczne 

węglowodory występują w postaci par lub ulegają adsorpcji na powierzchni 

pyłów: sadza i lotne popioły [16, 32]. 

Żywność i surowce rolne mogą być nie tylko zanieczyszczone policyklicznymi 

węglowodorami pochodzącymi ze środowiska produkcji rolnej, ale również 

w wyniku procesów termicznych utrwalania i przygotowywania do spożycia, 

m.in.: heterocykliczne aminy aromatyczne, wielopierścieniowe 

węglowodory aromatyczne czy akrylamidu. 

Znane od tysięcy lat procesy utrwalania żywności poprzez suszenie, 

wędzenie, pieczenie na ogniu czy też suszenie bezprzeponowe gazami spalinowymi, 

mogą zanieczyszczać produkty spożywcze znacznymi ilościami 

WWA [10, 11, 26]. Piśmiennictwo dotyczące obecności WWA w żywności 

jest bardzo bogate i obejmuje różnorodne aspekty występowania tych 

związków w żywności. Na podstawie piśmiennictwa w tabeli 1 przedstawione 

154

zostały źródła i przyczyny zanieczyszczenia przez WWA produktów rolnospożywczych 

[16]. 

Tabela 1. Źródła i przyczyny zanieczyszczenia żywności przez WWA 

[16, 21, 22, 38] 

rodzaj skażenia 

źródło 

przenoszone 

przez 

rodzaj żywności 

środowisko 

egzogenne 

przemysł 

ogrzewanie 

wytwarzanie energii 

transport 

spalanie odpadów 

pożary lasów, wybuchy wulkanów 

zanieczyszczenia pozostałościami 

paliw i/lub olejów mineralnych 

powietrze 

woda 

gleba 

warzywa 

owoce 

zboża 

rośliny oleiste 

ryby i inne owoce 

morza 

środowisko 

endogenne 

zabiegi technologiczne 

egzogenne 

obróbka żywności 

endogenna 

biosynteza w roślinach 

biosynteza mikroorganizmów 

wędzenie 

pieczenie na ruszcie, grillowanie 

suszenie bezprzeponowe 

palenie kawy 

ekstrakcja rozpuszczalnikami 

woski, parafiny stosowane 

do opakowań, oleje mineralne 

preparaty uszczelniające do rur 

wodociągowych 

wysokotemperaturowa obróbka 

żywności 

− 

dym, powietrze 

rozpuszczalniki, 

woski parafinowe 

smoły paki 

− 

warzywa 

wędzona żywność 

pieczona żywność 

suszona żywność 

palona kawa 

oleje i tłuszcze roślinne 

sery 

woda pitna 

żywność wstępnie 

przetworzona 

Budowa przestrzenna wielopierścieniowych węglowodorów aromatycznych 

ma charakter planarny. Badacze przypisują aktywność biologiczną 

niektórym regionom i pozycjom atomów węgla w cząsteczce WWA. Odnosi 

się to w szczególności do regionu K (zewnętrzny narożnik pierścienia fenantrenowego) 

oraz regionu M (para przeciwstawnych atomów pierścieni antracenowych) 

oraz usytuowania regionu „zatoki”, co zostało przedstawione na 

rys. 1. 

Rysunek 1. Budowa benzo[a]pirenu oraz miejsca regionów o biologicznej aktywności [10, 11] 

155

Wielopierścieniowe węglowodory aromatyczne stanowią grupę ksenobiotyków, 

pośród których wiele przejawia właściwości toksyczne, genotoksyczne, 

mutagenne i rakotwórcze [3, 21]. 

WWA zbudowane są z dwóch lub więcej skondensowanych pierścieni aromatycznych. 

Nie należą do związków o tak wysokiej trwałości w środowisku, 

jak chlorowane węglowodory (dioksyny, furany i polichlorowane bifenyle). 

W obecności światła i tlenu ulegają reakcjom fotochemicznym z utworzeniem 

dioli, chinonów i aldehydów. 

Najlepiej poznanym węglowodorem z grupy WWA w środowisku 

i żywności jest benzo[a]pirenu (B[a]P), co przyczyniło się do traktowania go 

jako wskaźnika występowania innych kancerogennych węglowodorów [12, 

13, 14]. Tendencja traktowania tego węglowodoru jako wskaźnikowego została 

utrzymana w pracach poświęconych opracowaniu współczynników 

równoważnej toksyczności i stanowi swoisty pomost między badaniami 

w dobie współczesnej. W badaniach WWA w środowisku, istotnym ograniczeniem 

były dostępne techniki analityczne, a w szczególności techniki separacji 

i rozdziału WWA. 

Międzynarodowa Agencja do Badań nad Rakiem (IARC) gromadzi informacje 

o właściwościach biologicznych WWA [1, 2, 12, 25]. Amerykańska 

Agencja Ochrony Środowiska (EPA) na podstawie zebranych informacji utworzyła 

listę 16 WWA najczęściej oznaczanych w próbkach pobranych ze środowiska 

oraz w próbkach żywności [28]. Osiem z nich ma udowodnione właściwości 

biologiczne wpływające na zdrowie człowieka [8, 6, 13, 19, 23, 25]. 

Od szeregu lat stosuje się w badaniach policyklicznych węglowodorów 

koncepcję analizy zaproponowanych przez amerykańską Agencję 

Ochrony Środowiska 16 WWA [6, 12, 13]. Jednak ze względu na ograniczenia 

związane między innymi z kosztami zakupu i wykorzystywania wzorców 

podczas analiz, powoduje oznaczanie tylko jednego (B[a]P) lub wybranych 

WWA. 

Wyznaczono najwyższe dopuszczalne poziomy zawartości benzo(a)pirenu 

w niektórych środkach spożywczych zawierających tłuszcze 

i oleje oraz w żywności wędzonej [37]. Według Rozporządzenia Komisji 

(WE) nr 1881/2006 z dnia 19 grudnia 2006 roku, które określa najwyższe 

dopuszczalne poziomy zanieczyszczeń w środkach spożywczych, zawartość 

B[a]P w produktach mięsnych wędzonych, tkance mięśniowej ryb wędzonych, 

skorupiakach nie może przekraczać 5,0 µg·kg -1 , a w olejach jadalnych 

nie powinna być wyższa niż 2,0 µg·kg -1 , natomiast w produktach dla dzieci 

1 µg·kg -1 . Regulacje UE limitują również zawartości benzo(a)pirenu – B[a]P 

i benz(a)antracenu – B[a]A w preparatach dymów wędzarniczych, których 

zawartość nie może przekraczać odpowiednio 10 µg·kg -1 dla B[a]P 

i 20 µg·kg -1 dla B[a]A [18, 19, 23, 25, 27, 31]. 

Ważnym aspektem jest stwierdzenie, że rozwój metodyki badań nad 

zawartością WWA miał charakter prekursorski w rozwoju analizy śladowej 

w żywności. Metody oznaczania wielopierścieniowych węglowodorów w różnorodnych 

matrycach żywności zostały omówione w szeregu pracach przeglądowych, 

a matryce żywnościowe z punktu widzenia analitycznego cha- 

156

akteryzują się bardzo wysokim stopniem trudności w porównaniu ze środowiskowymi 

(woda, osady, gleba). 

Metody analityczne oznaczania tej grupy związków wymagają szczególnej 

precyzji. Są czasochłonne zwłaszcza na etapie izolacji i oczyszczenia 

próbek z substancji utrudniających ich oznaczanie [20]. Ze względu na poziom 

śladowy występowania WWA w żywności wędzonej oraz ich skomplikowane 

techniki, wiarygodnego oznaczania jakościowego i ilościowego, 

analiza WWA obejmuje identyfikację i oznaczanie ilościowe poszczególnych 

związków wyłącznie metodami chromatograficznymi [9, 17]. W analizie 

WWA stosowane są najczęściej dwie techniki chromatograficzne: chromatografia 

gazowa sprzężona ze spektrometrią mas (GC/MS) oraz wysokosprawna 

chromatografia cieczowa z detekcją fluorescencyjną (HPLC/FLD). 

W rozporządzeniu WE nr 333/2007 z 28 marca 2007 uzupełnionym 

Dyrektywą Komisji nr 2005/10/WE z dnia 4 lutego 2005 roku znalazły się 

wymagania i kryteria sprawności, jakie muszą spełniać metody analityczne 

dla oznaczanych związków WWA. Należą do nich, między innymi: 

• specyficzność metody; 

• granica wykrywalności nie mniejszej niż 0,3 µgٕ·kg -1 ; 

• granica oznaczalności nie mniejszej niż 0,9 µgٕ·kg -1 ; 

• odzysk w zakresie 50-120%. 

Metody oznaczania wielopierścieniowych węglowodorów aromatycznych 

w matrycach żywnościowych stanowią problem z powodu tego, że mają 

charakter lipofilny. W celu wyodrębnienia frakcji WWA z matryc zawierających 

tłuszcz stosuje się hydrolizę w środowisku zasadowym za pomocą 

metalonolowego roztworu KOH, wielokrotne ekstrakcje ciecz-ciecz lub ciecz- 

-ciało stałe [20]. Inną metodą wyodrębniania wielopierścieniowych węglowodorów 

aromatycznych z matryc żywnościowych jest ekstrakcja za pomocą 

ditlenku węgla w stanie nadkrytycznym. Metodą przygotowania próbek do 

analizy jest preparatywna chromatografia wykluczania sterycznego (SEC). 

Jest to metoda względnie szybka i prosta [4, 17, 20, 35, 36, 37]. 

Technika oznaczania WWA z wykorzystaniem HPLC z detektorem 

fluorescencyjnym charakteryzuje się niższą granicą wykrywalności tej grupy 

związków. Analizę wielopierścieniowych węglowodorów aromatycznych za 

pomocą HPLC prowadzi się w układzie faz odwróconych. Fazę ruchomą 

stanowią zwykle acetonitryl i woda lub metanol i woda z wykorzystaniem 

gradientu stężeń lub warunków izokratycznych [17, 20, 35, 36, 37]. 

METODYKA 

Materiał do badań stanowiły rynkowe wędzone przetwory mięsne 

poddane przemysłowym i tradycyjnym technikom wędzenia. Badane próbki 

podzielono na dwie grupy asortymentu: wędzonki, kiełbasy wędzone. 

Dla oznaczania B[a]P stosowano następujące odczynniki i wzorce: 

Acetonitryl (ACN), dichlorometan (DCM), chloroform i metanol - (HPLC) firmy 

Labscan (Dublin, Ireland), Benzo(b)chryzen – B[b]Ch Dr firmy Ehrenstorfor 

GMBH (10 ng·µL -1 ACN), Benzo(a)piren - B[a]P Standard Reference Ma- 

157

terial 1647d-NIST (4,91 µg·mL -1 ). Pozostałe odczynniki były klasy „czysty do 

analiz”. Woda z systemu Milli-Q (Millipore, Bedford, USA). Dla ilościowej 

analizy B[a]P stosowano mieszaninę wzorców i standardu wewnętrznego 

w acetonitrylu o stężeniu: B[a]P (49,1 ng·mL -1 ) i B[b]Ch (50 ng·mL -1 ) oraz 

roztwór wzorca wewnętrznego B(b)Ch w acetonitrylu o stężeniu 50 ng·mL -1 . 

Aparatura wykorzystana podczas przeprowadzania analiz 

Do izolacji frakcji węglowodorowej z wyekstrahowanego tłuszczu zastosowano 

chromatograf preparatywny z automatycznym dozownikiem próbek 

ASI-100, gradientową pompę chromatograficzną wraz z odgazowywaczem 

P-580, detektor fotometryczny z matrycą diodową UVD-340S, 

uniwersalny łącznik chromatograficzny UCI-100 (DIONEX-SOFTRON, Germering, 

Niemcy), kolektor frakcji Foxy Jr. Fraction Collector (Isco, Lincon, 

USA), kolumna wykluczania sterycznego – Plgel na złożu PS/DVB, 5 µm, 

50 Å, 600x7.8 mm i.d., wraz z przedkolumną (Polymer Laboratories, 

Amherst, USA). Przebieg analiz kontrolowany był przez program Chromleon 

v. 6.20 (DIONEX-SOFTRON, Germering, Niemcy). 

Do oznaczania ilościowego B[a]P wykorzystano chromatograf analityczny 

Agilent seria 1100 wyposażony w próżniowy odgazowywacz próbek 

G-1322A, automatyczny dozownik próbek G-1313A, pompę czterokanałową 

G-1311A, termostat kolumny G-1316A, detektor fluorymetryczny z możliwością 

przemiatania widm G-1321A (Agilent Technologies, Palo Alto, USA), 

kolumnę z przedkolumną Hypersil Green PAH, 5 µm, 250x3 mm i.d. (Thermo 

Electron Corporation, Runcorn, USA). Przebieg analiz kontrolowany był 

przez program Chem Station LC 3D (Agilent Technologies, Palo Alto, USA). 

Procedura analityczna według której wykonywane były oznaczenia 

Do szklanych probówek odważano 1 g uprzednio zhomogenizowanej 

próbki, dodawano wzorca wewnętrznego 100 µL B[b]Ch (50 ng·mL -1 ), a następnie 

1,5 mL metanolu. Próbki wytrząsano za pomocą mieszadła typu Vortex 

przez 1 minutę, następnie dodawano 3 mL chloroformu i 1,5 mL wody. 

Całość wytrząsano ponownie przez 3 minuty, a następnie wirowano przez 

10 minut przy 10 000 obrotów/minutę. Roztwór chloroformowy zawierający 

frakcję lipidową WWA sączono do probówki (10 mL) przez bibułę Whatman 

nr 4. Próbkę ponownie ekstrahowano 3 mL chloroformu, wytrząsano za pomocą 

mieszadła typu Vortex przez 3 minuty, następnie wirowano przez 

10 minut przy 10 000 obrotów/minutę. Frakcję chloroformową ponownie filtrowano 

przez sączek. Połączone frakcje chloroformowe odparowywano do 

sucha w strumieniu azotu w łaźni wodnej (40 o C). Pozostałość rozpuszczano 

w 4 mL dichlorometanu. Tak przygotowane ekstrakty próbek poddawano 

oczyszczaniu z wykorzystaniem chromatografii preparatywnej wykluczenia 

sterycznego (SEC), [34, 35, 36]. 

Etap oczyszczania z wykorzystaniem chromatografii preparatywnej wykluczenia 

sterycznego (SEC) wykonano w warunkach izokratycznych z zastosowaniem 

fazy ruchomej - dichlorometanu (DCM) o prędkości przepływu 

1 mL·min -1 . System detekcji stanowił detektor UV dokonujący pomiaru przy 

158

długości fali λ = 254 nm. Przygotowany ekstrakt próbki w dichlorometanie 

400 µL poddano oczyszczaniu. Eluent zbierano w kolektorze frakcji, a następnie 

odparowywano do sucha w strumieniu azotu w łaźni wodnej (40 o C). 

Suchą pozostałość rozpuszczano w 200 µL ACN [34, 35, 36]. Tak przygotowane 

próbki nanoszono na kolumnę chromatograficzną aparatu HPLC/FLD. 

Oznaczanie B[a]P wykonywano stosując program gradientowy fazy 

ruchomej woda/acetonitryl. Próbkę nanoszono przy składzie fazy ruchomej 

(50:50 v:v), (tab. 2). Stężenie acetonitrylu w ciągu 20 min wzrastało do 

100%, które utrzymywano przez 15 minut, a następnie powracano do warunków 

początkowych (50:50 v:v), [34, 35, 36]. Prędkość przepływu fazy ruchomej 

wynosiła 0,8 mL·min -1 , temperatura: 25 o C. Objętość nanoszonej 

próbki stanowiło 20 µL. Kolumnę termostatowano w temperaturze 25 o C. Na 

podstawie czasów retencji dla B[a]P i B[b]Ch ustalono optymalne warunki 

pracy detektora fluorescencyjnego: 

B[a]P – λ ex 256 nm, λ em 446 nm; 

B[b]Ch – λ ex 295 nm, λ em 410 nm. 

Tabela 2. Program gradientowy fazy ruchomej (H 2 O/ACN) 

Czas [min] ACN [%] Woda [%] 

0 50 50 

20 100 0 

35 100 0 

45 50 50 

Zawartości B[a]P - benzo(a)pirenu obliczono wg poniższego wzoru: 

C 

B[a]P 

= 

A 

B[a]P 

A 

is 

⋅ M ⋅ k 

gdzie: 

C B[a]P - zawartość benzo(a)pirenu w próbce [µg·kg -1 ]; 

A B[a]P - powierzchnia piku benzo(a)piranu [jednostki detektora]; 

A is - powierzchnia piku standardu wewnętrznego [jednostki detektora]; 

M - stężenie dodanego wzorca [µg·kg -1 ]; 

k - współczynnik korekcyjny. 


W tabeli 3 zestawione zostały wyniki oznaczeń poziomu zawartości 

B[a]P oznaczanego w badanych przetworach mięsnych w zależności od metody 

wędzenia (przemysłowe i tradycyjne). 

159

Tabela 3. Średnia zawartość B[a]P [µg·kg -1 ] w badanych wędzonych przetworach 

mięsnych 

wędzenie przemysłowe 

wędzenie tradycyjne 

B[a]P [µg·kg -1 ] Liczba próbek Udział próbek [%] Liczba próbek Udział próbek [%] 

poniżej 0,30 52 37,14 33 21,15 

od 0,3 do 0,99 31 22,14 40 25,64 

od 1,0 do 2,99 19 13,57 25 16,02 

od 3,0 do 4,99 24 17,14 30 19,23 

powyżej 5,00 14 10,00 28 17,94 

∑ 140 100,00 156 100,00 

Spośród 140 próbek przetworów mięsnych wędzonych w warunkach 

przemysłowych obecność benzo(a)pirenu powyżej określonego limitu 

stwierdzono w 10% próbek (tj. w 14 próbkach). Próbki, w których stwierdzono 

przekroczenie dopuszczalnej maksymalnej zawartości B[a]P to wyroby 

określane mianem boczek wiejski (przemysłowa metoda wędzenia) i szynka 

z beczki (tradycyjna metoda wędzenia). Zawartość B[a]P większości próbek 

była w przedziale 0,30 ÷ 3,00 µg·kg -1 . Średnie zawartości B[a]P w wędzonych 

produktach wynosiły kolejno 37,14% (0,30 ÷ 1,00 µg·kg -1 ), 13,57% 

(1,00 ÷ 3,00 µg·kg -1 ) i 17,14% (3,00 ÷ 5,00 µg·kg -1 ) i mieściły się w granicach 

maksymalnej dopuszczalnej zawartości tego związku (5,00 µg·kg -1 ) określonej 

w Rozporządzeniu Wspólnoty Europejskiej. 

Przetwory mięsne z wędzenia tradycyjnego odznaczały się o wiele 

wyższym udziałem zawartości B(a)P w poszczególnych przedziałach określonych 

przez autorów. Około 18% przebadanych wyrobów z wykorzystaniem 

tradycyjnej metody wędzenia stanowiły próbki z zawartością B(a)P powyżej 

5,00 µg·kg -1 , granicy maksymalnej dopuszczalnej zawartości 

określonej w normach i Rozporządzeniu Wspólnoty Europejskiej. 

Na rysunku 2 przedstawiony został procentowy rozkład średniego poziomu 

zanieczyszczenia B[a]P badanych grup wędzonych przetworów mięsnych. 

160

Liczba próbek 

Rysunek 2. Rozkład poziomu skażenia B[a]P w badanych grupach 

wędzonych przetworów mięsnych 

Ciecierska i Obiedziński (2007) w badaniach nad wpływem wędzenia 

na zawartość 15 WWA w produktach mięsnych stwierdzili, że produkty poddane 

wędzeniu tradycyjnemu odznaczały się wyższym poziomem zanieczyszczenia 

WWA [5]. Niższym poziomem zanieczyszczenia związkami 

WWA odznaczały się produkty, które zostały poddane wędzeniu w sposób 

przemysłowy. Autorzy wykazali, że wyroby poddane zarówno wędzeniu tradycyjnemu, 

jak i przemysłowemu, odznaczają się zawartością benzo(a)pirenu 

istotnie niższą od dopuszczalnego limitu: 5,00 µg·kg -1 , ustalonego 

w Rozporządzeniu Komisji UE nr 208/2005 dla grupy produktów 

mięsnych wędzonych. Średnia zawartość B[a]P w części środkowej w poszczególnych 

produktach: szynki, polędwice parzone, kiełbasy średnio rozdrobnione, 

była poniżej 0,30 µg·kg -1 . Część zewnętrzna również nie zawierała 

B[a]P powyżej dopuszczalnego limitu i wynosiła średnio 0,43 µg·kg -1 . 

Natomiast w badaniach własnych otrzymaliśmy wyższe poziomy, co może 

być spowodowane odmiennym sposobem wędzenia, gdzie wykorzystano 

system wędzenia dymem gęstym. 

W badaniach przeprowadzonych przez Jira (2004) i Jankowskiego 

(2004) koncentracja B[a]P w szynkach wędzonych została wykazana na poziomie 

0,61÷0,96 µg·kg -1 , co wskazuje, iż limity dopuszczalnej zawartości 

B[a]P nie są w żaden sposób przekraczane i świadczy to o bezpieczeństwie 

żywności wędzonej [15, 17]. Co również wskazuje na możliwość wykorzystania 

łagodniejszego dymu wędzarniczego i zadanych parametrów wędzenia. 

Rysunek 3 przedstawia przykładowe najwyższe średnie poziomy 

B[a]P w próbkach z każdej grupy asortymentu. Na chromatogramie (a) 

przedstawiony został rozdział węglowodorów aromatycznych z roztworu 

wzorcowego. Kolejne chromatogramy (b) i (c) obrazują najwyższe średnie 

161

zawartości B[a]P w grupie produktów: wędzonki i kiełbasy wędzone w warunkach 

przemysłowych. Dla przetworów wędzonych z wykorzystaniem metod 

tradycyjnych podczas procesu wędzenia najwyższą średnią zawartość, 

jaką uzyskano dla oznaczanego związku (9,76 µg·kg -1 ) przedstawiono na 

chromatogramie (d) szynka z beczki. Pozostałe wyroby wędzone z wykorzystaniem 

metody utrwalania (wędzenia) odznaczały się zawartością poniżej 

dopuszczalnego limitu 5,00 µg·kg -1 . 

7,46 µg·kg -1 

162

4,50 µg·kg -1 

9,76 µg·kg -1 

Rysunek 2. Przykładowe chromatogramy oznaczania zawartości B[a]P (a)-wzorzec; (b) - boczek 

wiejski - grupa wędzonki (przemysłowa metoda wędzenia); (c) chłopska - grupa kiełbasy 

(przemysłowa metoda wędzenia); (d) - szynka z beczki (tradycyjna met. wędzenia). 

W ogólnym ujęciu oznaczeń wykonanych dla zawartości B(a)P dla wyrobów 

z produkcji przemysłowej, aż 90% stanowią produkty (wędzonki i kiełbasy 

wędzone) poniżej dopuszczalnego limitu ustalonego w Rozporządzeniu 

163

Komisji UE nr 208/2005 [29, 30] dla grupy produktów mięsnych wędzonych. 

Jedynie 10% stanowiły produkty przekraczające ten limit. Metody tradycyjnego 

wędzenia wprowadzają w większym stopniu zanieczyszczenia z grupy 

związków WWA, aż 18% wszystkich wyrobów przekraczały dopuszczalny 

limit. 

PODSUMOWANIE 

Zmienność zawartości benzo(a)pirenu w wędzonych przetworach 

mięsnych poddanych analizom może wynikać przede wszystkim z zastosowanej 

technologii oraz zadanych parametrów procesu wędzenia oraz kontrolowania 

ich podczas przebiegu procesu. Kolejnym powodem różnic związanych 

z zawartością związków WWA opisanych w wielu publikacjach jest 

m.in. rodzaj zastosowanego drewna do wytworzenia dymu, użyte zioła dla 

podniesienia walorów smakowych gotowego produktu. 

Otrzymane wyniki analiz wskazują, że właściwie realizowany proces 

wędzenia oraz możliwości rozwiązań technicznych przyczyniają się do zminimalizowania 

potencjalnych zagrożeń względem poziomu zawartości B[a]P 

w wędzonych przetworach mięsnych. 

Stosowane w metody analityczne pozwalają na oznaczenie bardzo niskiego 

poziomu zanieczyszczenia B[a]P tego typu produktów. Wśród przebadanych 

wędzonych przetworów mięsnych, wymogi określone w Rozporządzeniu 

WE nr 333/2007 z 28 marca 2007 roku spełniało aż 90,0% 

z produkcji przemysłowej i 82,0% z produkcji tradycyjnej, co świadczy o prawidłowo 

przeprowadzonych procesach podczas wędzenia, jak również 

o bezpieczeństwie żywności wędzonej na polskim rynku. Jednak pozostały 

odsetek wyrobów zarówno z produkcji przemysłowej, jak i tradycyjnej może 

stanowić powód do monitorowania wyrobów wędzonych i poprawy warunków 

operacji wędzenia. Zminimalizuje to zagrożenie związkami powstającymi 

w procesie utrwalania żywności, jakim jest wędzenie. 

LITERATURA 

1. ACGIH, (1998): Threshold limit values for chemical substances and 

physical agents and biological exposure indices. American Conference 

of Govermental Industrial Hygienists. Cinccinnati, OH. 

2. Adonis M., Gil L., (2000): Polycyclic aromatic hydrocarbons level and 

mutagenicity of inhalable particulate matter In Santiago, Chile. Inhalation 

Toxicology. Vol. 12, no. 12. 1173-1183. 

3. Agency for Toxic Substances and Disease Registry (ATSDR). Public 

Health Statement. Polycyclic aromatic hydrocarbons. Atlanta 1990. 

4. Christie W.W., Christie W.W. (Ed.), (1993): Preparation of lipid extracts 

from tissues. Advances in Lipid Methodology – Two. (edited by, Oily 

Press, Dundee). 195-213. 

164

5. Ciecierska M., Obiedziński M., (2007): Influence of smoking process on 

polycyclic aromatic hydrocarbons’ content in meat products. Acta Scientiarum 

Polonorum, Technologia Alimentaria. 6 (4), 17-28. 

6. Codex Committee on Food Additives and Contaminants (CCFAC), 

(2005): Discussion paper on polycyclic aromatic hydrocarbons contamination. 

37 th Session, The Hague, the Netherlands. 

7. Dutkiewicz T.: Wielopierścieniowe węglowodory aromatyczne w środowisku 

przyrodniczym. Państwowe Wydawnictwo Naukowe, Warszawa 

1988. 

8. Environmental Protection Agency (EPA) of the United States of America, 

Compedium Method TO-13, EPA, Cincinnati, OH, USA, 

(http://www.epa.gov/epahome/index), 1981. 

9. Garcia Falcon M.S., Gonzales Amigo S., Lage Yusty M.A., Lopez de 

Alda Villaizan M.J., Simal Lozano J., (1996): Enrichment of benzo(a)pyrene 

in smoked food products and determination by highperformance 

liquid chromatography-fluorescecs detection, Journal of 

Chromatography A. 753, 207-215. 

10. Guillen M.D., Sopelana P.: Polycyclic aromatic hydrocarbons in diverse 

foods. Reviews on Environmental Health. 1997, vol. 12, 133-146. 

11. Guillen M.D., Sopelana P.: Polycyclic aromatic hydrocarbons in diverse 

foods. Food Safety: contamination and Toxins. Ed. D’Mello J. P. F. 

1999, 175-198. 

12. IARC, (1983): Monographs on the Carcinogenic Risk of Chemicals to 

Humans vol. 32. Polynuclear Aromatic Compounds. Part 1. Chemical, 

Environmental and Experimental Data. Lyon. 

13. IARC, Monographs, vol. 83/2009, www.monographs.iarc.fr/2009. 

14. IARC, International Agency for Research on Cancer; Monographs on 

the evaluation of carcinogenic risk of the chemical to man. Certain polycyclic 

aromatic hydrocarbons and heterocyclic compounds. Lyon France. 

1973, 2. 

15. Jankowski P.S., (2004): Analysis of polycyclic aromatic hydrocarbons 

contamination in chooses group foodstuff. PhD’s dissertation. Gdynia 

Maritime University, Poland. 

16. Jenkins B.M., Jonem A.D., Turn S.Q., Williams R.B., (1996): Emission 

factors for polycyclic aromatic hydrocarbons from biomass burning. Environmental 

Science and Technology. vol. 30, no. 8, 2462-2469. 

17. Jira W., (2004). A GC/MS method for the determination of carcinogenic 

polycyclic aromatic hydrocarbons in smoked meat products and liquid 

smokes. European Food Research and Technology, 218, 208-212. 

18. Jira W., Dijnovic J., (2008). PAK in kaltgeraucherten serbische Fleischerzeugnissen. 

Fleischwirtschaft. 5, 114-120. 

19. Jira W., Ziegenhals K., Speer K., (2006): PAK in geräucherten Fleischerzeugnissen. 

Untersuchungen nach den neuen EU-Anforderungen. 

Fleischwirtschaft 86(10), 103-106. 

20. Lage Yusty M.A., Cortizo Daviňa J.L., (2005): Supercritical fluid extraction 

and high-performance liquid chromatography-fluorescence detec- 

165

tion method for polycyclic aromatic hydrocarbons investigation in vegetable 

oil. Food Contamination. 16, 59-64. 

21. Larsen J.C., Meyland I., Olsen M., Tritscher A.: Polycyclic aromatic hydrocarbons. 

Summary and conclusions of the sixty-fourth meeting of the 

Join FAO/WHO Expert Committee on Food Additives (JECFA). 

JECFA/64/SC. 2005, 32-38. 

22. Larsson B.: Polycyclic aromatic hydrocarbons in Swedish foods. Aspects 

on analysis, occurrence and intake. Praca doktorska. Uppsala 

1986. 

23. Meador J.P., Sommers F.C., Ylitalo G.M., Sloan C.A. (2006): Altered 

growth and related physiological responses in juvenile chinook salmon 

(Oncorhynchus tshawytscha) from dietary exposure to polycyclic aromatic 

hydrocarbons (PAHs). Canadian Journal of Fisheries and Aquatic 

Sciences, 63:2364-2376. 

34. Węgrzyn E., Grześkiewicz S., Popławska W., Głód B.K., (2005): Modified 

analytical method for polycyclic aromatic hydrocarbons, using sec 

for sample preparation and RP-HPLC with fluorescence detection. Application 

to different food samples, Acta Chromatography, 17. 233-249. 

35. Węgrzyn E., Grześkiewicz S., Popławska W., Głód B.K., (2006): Improved 

RP-HPLC Assay and Preparative SEC for the Analysis of Eight 

Carcinogenic PAH in edible oils, Tłuszcze Jadalne. T. XLI. nr 1/2. 53-64. 

36. Węgrzyn E., Grześkiewicz S., Popławska W., Głód B.K., (2007): Validation 

and estimation of uncertainty for the determination of PAHs using 

RP-HPLC with fluorescencje detection and SEC for sample preparation. 

Tłuszcze Jadalne. T. XLII. nr 1/2. 61-71. 

37. Yurchenko S., Mölder U., (2005): The determination of polycyclic aromatic 

hydrocarbons in smoked fish by gas chromatography mass spectrometry 

with positive-ion chemical ionization. Journal of Food Composition 

and Analysis. 18, 857-869. 

38. Zakrzewski S.F.: Podstawy toksykologii środowiska. Wydawnictwo Naukowe 

PWN, Warszawa. 1997, 114. 

167

168

CamSep 2

You also want an ePaper? Increase the reach of your titles

Delete template?

Save as template?