Pokaż cały numer - FPN - Farmaceutyczny PrzeglÄ d Naukowy

Farm Przegl Nauk, 2009,11kaspazy 6 (CASP6) zaobserwowano w komórkach HL-60eksponowanych na cisplatynę. Ponadto, wykazano wzrostekspresji genu GTSE1, który uczestniczy w syntezie G2 i Senzymatycznego białka 1, ulegającego ekspresji w fazachS oraz G2 cyklu komórkowego. Białko to, w odpowiedzina uszkodzenie DNA gromadzi się w jądrze i wiąże białkoP53, powodując jego przemieszczenie z jądra i hamującjego zdolność do indukowania apoptozy. Nagromadzeniesię białka GTSE1, głównie w pobliżu mikrotubuli, powodujeopóźnienie przejścia komórki z fazy G2 do M [22].Przyczyną wytwarzania oporności komórek nowotworowychna lek są mechanizmy związane z naprawą polekowychuszkodzeń DNA. Naprawa DNA prowadzi do usunięcia adduktówz cisplatyną. Spośród wielu mechanizmów naprawyDNA tylko naprawa przez wycinanie nukleotydów (NER)odgrywa znaczącą rolę w powstawaniu oporności na cisplatynę.Chociaż w procesie tym bierze udział ponad 30 rodzajówcząsteczek, jest on limitowany przez białka ERCC1oraz XP [9]. Rezultaty przeprowadzonych eksperymentówpokazują wzrost ekspresji genów TOP2A (DNA topoizomerazaII alfa) i TOP1 (DNA topoizomeraza I) w komórkachHL-60 na skutek działania cisplatyny. TOP2A koduje zlokalizowanyw jądrze enzym topoizomerazę DNA, który dodającsuperskręty do cząsteczki DNA, kontroluje i zmieniastany topologiczne DNA podczas transkrypcji. Zmiany aktywnościtego genu pod wpływem różnych związków przeciwnowotworowychobserwowane są w komórkach wielunowotworów, w tym również białaczki promielocytarnejHL-60, a jego amplifikacja bądź delecja może być czynnikiempredykcyjnym w terapii przeciwnowotworowej. TOP1koduje białko uczestniczące w procesie transkrypcji odpowiadająceza usuwanie (relaksację) superskrętów z cząsteczkiDNA [23]. W opisywanym eksperymencie zaobserwowanowzrost ekspresji genu TFAM (mitochondrialny czynniktranskrypcyjny A), który pełni, podobnie tak jak histonyw jądrowym DNA, rolę ochronną względem mtDNA. Replikacjaw mitochondriach przebiega niezależnie i częściej odpodziałów komórkowych, co sprawia, że mtDNA jest dużobardziej narażony na czynniki uszkadzające i mutagenne,np. reaktywne formy tlenu (RFT), niż DNA jądrowy [24].Dotychczasowe badania na komórkach różnych linii nowotworowychw znacznym stopniu wyjaśniają molekularnemechanizmy powstawania oporności na chemioterapię imogą przyczynić się do opracowywania skutecznego postępowaniaklinicznego. Ponadto, rezultaty tych badań mogąbyć wykorzystywane przez laboratoria badawcze podczastworzenia nowych pochodnych platyny o zwiększonej skutecznościi obniżonej toksyczności, które ponadto nie będąwywoływały narastania oporności. W przedstawionej pracyopisano wyniki badań wczesnych zmian w ekspresji genówspowodowanych przez cisplatynę dodaną do hodowli komórekHL-60 w fazie eksponencjalnego wzrostu. Oczywistymjest fakt, że efekt działania substancji wykazującej cytotoksycznośćzależy zarówno od stężenia jak i czasu ekspozycji.Gdy komórki białaczki promielocytarnej HL-60 hodowanesą w kolejnych pasażach w obecności cisplatyny w odpowiedniodobranych, często wzrastających stężeniach, dochodziw nich do powstania utrwalonej oporności na ten lek.Sytuacja ta w pewnym stopniu nawiązuje do powstawaniaoporności u pacjentów poddawanych chemioterapii w kolejnychjej cyklach. Przedstawione przez nas wyniki sugerują,że zmienione sygnały ekspresji analizowanych genów, jużpo pierwszej ekspozycji komórek nowotworowych na lek,mogą być brane pod uwagę w przewidywaniu powstawaniaoporności.Wnioski1. Cisplatyna powoduje w komórkach białaczki promielocytarnejHL-60 zmiany w ekspresji genów związanychz opornością na lek.2. Powstawanie oporności na cisplatynę w komórkachbiałaczki promielocytarnej HL-60 zależy od poziomuekspresji genów związanych z transportem i usuwaniemleku oraz naprawą DNA.3. Poznanie mechanizmów molekularmych powstawaniaoporności komórek nowotworowych na cisplatynę możebyć podstawą opracowywania skutecznego postępowaniaklinicznego.Piśmiennictwo1. Siddik ZH. Cisplatin: mode of cytotoxic action andmolecular basis of resistance. Oncogene 2003; 22:7265–79.2. Mandic A i wsp. Cisplatin induces endoplasmic reticulumstress and nucleus-independent apoptotic signaling.J Biol Chem 2003; 278: 9100-6.3. Chaney SG i wsp. Protein interactions with platinum–DNA adducts: from structure to function. J Inorg Biochem2004; 98: 1551–9.4. Perez RP. Cellular and molecular determinants of cisplatinresistance. Eur J Cancer 1998; 34: 1535-44.5. Holzer AK, Manorek GH, Howell SB. Contribution ofthe major copper influx transporter CTR1 to the cellularaccumulation of cisplatin, carboplatin and oxaliplatin.Molec Pharmacol 2006; 70: 1390–4.6. Fokkema E i wsp. JM216-, JM118-, and cisplatininducedcytotoxicity in relation to platinum-DNA adductformation, glutathione levels and p53 status in humantumor cell lines with different sensitivities to cisplatin.Biochem Pharmacol 2002; 63: 1989-96.7. Ishikawa T, Wright CD, Ishizuka H. GS-X pump is functionallyoverexpressed in cis-diamminedichloroplatinum(II)-resistant human leukemia HL-60 cells and down-regulatedby cell differentiation. J Biol Chem1994; 269:29085-93.8. Rosell R i wsp. DNA repair and cisplatin resistancein non-small cell lung cancer. Lung Cancer 2002; 38:217-27.9. Torigoe T. i wsp. Cisplatin resistance and transcriptionfactors. Curr Med Chem Anti-Cancer Agents 2005; 5:15-27.10. Albertella MR i wsp. A role for polymerase η in the cellulartolerance to cisplatin-induced damage. Cancer Res2005; 65: 9799–806.11. Gadducci A i wsp. Molecular mechanisms of apoptosisand chemosensitivity to platinum and paclitaxel in ovariancancer: biological data and clinical implications.Eur J Gynaecol Oncol 2002; 23: 390–6.24