WstÄp do chromatografii jonowej - Instytut Chemii i Techniki JÄdrowej

WSTĘP DO CHROMATOGRAFII 

JONOWEJ 

Dr inż. Dariusz Pogocki 

Instytut Chemii i Techniki Jądrowej, 

ul. Dorodna 16, 03-195 Warszawa 

Opiniodawca: Dr Rajmund Michalski. 

Instytut Podstaw Inżynierii Środowska Polskiej Akademii Nauk. 

ul. M. Skłodowskiej-Curie 34, 41-819 Zabrze 

WARSZAWA 1998

WSTĘP DO CHROMATOGRAFII JONOWEJ, SPIS TREŚCI 3 

1. WPROWADZENIE 5 

2. METODY ROZDZIAŁU W CHROMATOGRAFII JONOWEJ 6 

2.1 WYSOKOSPRAWNA CHROMATOGRAFIA JONOWA (HPIC). PROCES WYMIANY 

JONOWEJ. 6 

2.2 WYSOKOSPRAWNA CHROMATOGRAFIA JONOWYKLUCZAJĄCA (HPICE) 9 

2.3 CHROMATOGRAFIA PAR JONOWYCH (CHROMATOGRAFIA JONOWA Z FAZĄ 

RUCHOMĄ, MPIC). 10 

3. METODY DETEKCJI W CHROMATOGRAFII JONOWEJ 10 

3.1 DETEKCJA KONDUKTOMETRYCZNA 11 

3.1.1 SUPRESJA - TŁUMIENIE PRZEWODNOŚCI ELUENTU 15 

3.2 DETEKCJA ELEKTROCHEMICZNA 16 

3.3 DETEKCJA ABSORPCYJNA 21 

3.4 DETEKCJA FLUORESCENCYJNA 22 

3.5 INNE METODY DETEKCJI 23 

4. KOLUMNY SEPARACYJNE I ELUENTY 23 

4.1 HPIC 24 

4.1.1 KOLUMNY 24 

4.1.2 ELUENTY 28 

4.2 HPICE 32 

4.2.1 KOLUMNY 32 

4.2.2 ELUENTY 32 

4.3 MPIC 32 

5. SUPRESORY 34 

6. ZASTOSOWANIA 36

4 

WSTĘP DO CHROMATOGRAFII JONOWEJ, SPIS TREŚCI 

UZUPEŁNIENIA 43 

A. ELEMENTY TEORII CHROMATOGRAFII 43 

A.I. PODSTAWOWE WIELKOŚCI 43 

A.II. PARAMETRY JAKOŚCI ROZDZIAŁU CHROMATOGRAFICZNEGO 44 

B. ANALIZA JAKOŚCIOWA 46 

C. ANALIZA ILOŚCIOWA 46 

LITERATURA 48

WSTĘP DO CHROMATOGRAFII JONOWEJ, WPROWADZENIE 5 

1. WPROWADZENIE 

Termin „chromatografia” obejmuje wiele technik fizykochemicznych ogólnie 

zdefiniowanych jako - fizyczna metoda rozdzielania, w której składniki rozdzielane 

ulegają podziałowi między dwie fazy: jedna z nich jest nieruchoma (faza stacjonarna), 

a druga (faza ruchoma) porusza się w określonym kierunku. 

Chromatografia jako metoda analityczna została odkryta w 1903 roku przez 

rosyjskiego botanika M. S. Cwieta, pracującego wówczas w Politechnice Warszawskiej. 

Chromatografia, początkowo niedoceniania, przeżywa obecnie burzliwy rozwój. 

Znanych jest wiele różnorodnych wariantów chromatografii umożliwiających 

rozdział mieszanin cieczy i gazów metodami sorpcyjnymi w warunkach dynamicznych. 

Co bardzo istotne, jako jedne z niewielu, metody chromatograficzne umożliwiają 

uzyskanie wyników jakościowych i ilościowych dla kilku oznaczonych substancji 

w jednym cyklu pomiarowym. 

Chromatografię można podzielić względu na kształtu złoża na kolumnową i 

planarną. Pod względem warunków prowadzenia rozdziału na gazową i cieczową a 

także pod względem mechanizmu rozdzielania na absorpcyjną, jonowymienną, podziałową, 

wykluczania oraz powinowactwa. Istotne znaczenie ma także sposób 

prowadzenia procesu rozdzielania oraz sposób przemieszczania mieszaniny wzdłuż 

kolumny wypełnionej fazą stacjonarną. Najbardziej rozpowszechnione są metody, w 

których przemieszczenie mieszaniny następuje na drodze elucji, tj. gdy faza ruchoma 

przemieszcza się ciągle przez złoże chromatograficzne lub wzdłuż niego a próbka 

jest wprowadzana do układu w postaci określonej porcji. W chromatografii elucyjnej 

do określenia fazy ruchomej używa się terminu eluent. 

W technice elucyjnej eluent płynie nieprzerwanie przez aparaturę (rysunek 1). 

Próbka badanej mieszaniny wprowadzana jest do układu przez dozownik (zwykle 

jest to układ z pętlą dozowniczą o pojemności od kilku do kilkuset µl, do którego 

wprowadza się próbkę strzykawką) a następnie 

przenoszona przez eluent do kolumny i tam rozdzielana 

na składniki. Podczas analizy temperatura kolumny 

i prędkość przepływu eluentu mogą być stałe 

(elucja izokratyczna) lub zmieniać się w czasie 

(elucja gradientowa). Pojawienie się poszczególnych 

składników w detektorze wytwarza sygnały 

elektryczne rejestrowane przez komputer sterujący 

pracą chromatografu. 

Rys. 1. Schemat ideowy chromatografu jonowego 

(cieczowego); 1- rezerwuar eluentu, 2 - pompa, 3 - 

dozownik, 4 - strzykawka, 5 - kolumna separacyjna, 

6 - układ tłumienia prądu wynikającego z przewodnictwa 

eluentu tzw. supresor (stosowany w 

przypadku IC z detekcją konduktometryczną), 7 - 

detektor, 8 - rejestrator, integrator lub komputer. 

Przedmiot tego opracowania - współczesna 

chromatografia jonowymienna na małych cząsteczkach w wysokosprawnych kolumnach 

z użyciem detektorów konduktometrycznych, amperometrycznych lub spektro-

6 

WSTĘP DO CHROMATOGRAFII JONOWEJ, WPROWADZENIE 

fotometrycznych jest nazywana chromatografią jonową (Ion Chromatography, IC). 

Jest to technika, w której rozdzielanie jest głównie wynikiem różnej zdolności składników 

próbki do ulegania wymianie jonowej. 

Do podstawowych zalet chromatografii jonowej należą: (i) możliwość jednoczesnego 

oznaczania kilku jonów w próbce, (ii) krótki czas analizy (od kilku do kilkunastu 

minut), (iii) niskie progi wykrywalności (1 ng/ml), które mogą być dodatkowo 

obniżone o 2-3 rzędy przez zastosowanie kolumny zagęszczającej, (iv) szeroki zakres 

oznaczanych substancji, (v) możliwość stosowania różnych detektorów, (vi) niewielka 

ilość próbki potrzebna do analizy (0,1-1 ml), (vii) łatwość przygotowania próbki do 

analizy, (viii) wysoka selektywność oznaczanych jonów w próbkach o złożonej matrycy. 

Obecnie w krajach wysokorozwiniętych większość rutynowych analiz jonów 

nieorganicznych i organicznych wykonuje się tą techniką. Północnoamerykańska 

Agencja Ochrony Środowiska (EPA) już od końca lat siedemdziesiątych zaleca stosowanie 

chromatografii jonowej do badania stanu środowiska. 

Technika chromatografii jonowej nieustannie się rozwija i stale podąża za rozwojem, 

stanowiących jej bazę, dziedzin takich jak: szeroko pojęta fizykochemia, 

mechanika precyzyjna, inżynieria materiałowa, elektronika i informatyka. Z drugiej 

strony IC wychodzi na przeciw stale rosnącym wymaganiom stawianym metodom 

analitycznym przez dziedziny takie jak np. biotechnologia czy technologia materiałów 

półprzewodnikowych. 

2. METODY ROZDZIAŁU W CHROMATOGRAFII JONOWEJ 

Chromatografia Jonowa jest techniką analityczną wykorzystującą wiele rodzajów 

separacji oraz detekcji w celu uzyskania rutynowych oznaczeń indywiduów 

jonowych w zakresie od µg/l (sub ppb) do mg/l (ppm). Wielość dostępnych metod 

pozwala na prawidłowe wybranie sposobów rozdziału i detekcji a w rezultacie optymalne 

rozwiązanie szczegółowych problemów analitycznych. 

We wszystkich przypadkach, rozdział w chromatografii jonowej odbywa się z 

wykorzystaniem różnic w położeniu równowagi podziału składników próbki pomiędzy 

fazę ruchomą i stacjonarną. Skład i budowa fazy stacjonarnej są kluczowe dla 

procesu rozdziału chromatografii jonowej. 

Obecnie w chromatografii jonowej stosuje się trzy główne sposoby rozdziału, 

różniące się rodzajem materiału wypełnienia kolumny, jego zdolnością wymienną, a 

przede wszystkim mechanizmem wymiany. 

Są to: 

- Wysokosprawna Chromatografia Jonowa (High Performance Ion Chromatography, 

HPIC) 

- Wysokosprawna Chromatografia Jonowykluczająca (High Performance 

Ion Chromatography Exclusion, HPICE) 

- Chromatografia Par Jonowych (inaczej Chromatografia Jonowa z Fazą 

Ruchomą) (Ion Pair Chromatography, Mobile Phase Ion Chromatography, MPIC) 

2.1 Wysokosprawna Chromatografia Jonowa (HPIC). Proces wymiany jonowej.

WSTĘP DO CHROMATOGRAFII JONOWEJ, METODY ROZDZIAŁU 7 

Wymiana jonowa jest jednym z najstarszych procesów rozdziału opisywanych 

w literaturze (Biblia Tysiąclecia 2. Wj. 15, 23-25). 

We współczesnej chromatografii jonowymiennej (High Performance Ion 

Chromatography, HPIC) wypełnienia kolumn stanowią żywice z naniesionymi na nie 

grupami funkcyjnymi o stałym ładunku (tzw. jony związane), w których bezpośrednim 

otoczeniu znajdują się odpowiednie przeciwjony zapewniające elektryczną obojętność 

układu (patrz rysunek 2). W przypadku wymiany anionów, z reguły jako grupy 

jonowymienne, stosowane są czwartorzędowe zasady amoniowe, a w wymianie 

kationów grupy sulfonowe. 

Gdy przeciwjon na powierzchni wymiany zostanie zastąpiony przez jon substancji 

rozpuszczonej, ten ostatni jest czasowo zatrzymywany przez jony związane. 

Rozdzielane jony próbki różnią się między sobą czasem przebywania wewnątrz kolumny, 

wynikającym z ich różnych powinowactw do fazy stacjonarnej, co jest bezpośrednią 

przyczyną rozdziału. 

Rdzeń 

Powierzchnia Wymiany 

Jonowej 

_ 

SO 3 

_ 

SO 3 

R N + R 3 N + 3 

N + R 3 

R 3 N + 

N + R 3 

Rdzeń 

Powierzchnia 

Wymiany Jonowej 

_ 

SO 3 

_ 

SO 3 

_ 

SO 3 

_ 

SO 3 

R 3 N + N + R 3 

N + R 

R 3 N + 3 

N + R 3 

R 3 N + N + R 3 

N + R 

R 3 N + 3 

N + R 3 

Rys. 2. Przykład wypełnienia kolumny do HPIC anionów (AS 10, Dionex Co.). Wypełnienie 

stanowią silnie porowate ziarna o średnicy ~8.5 µm wykonane z sieciowanego 

kopolimeru etylenodiwinylobenzenu (45%) i diwinylobenzenu (55%), na ich 

powierzchni znajdują się chemicznie związane grupy sulfonowe. Z powierzchnią 

związane są 65 nm kulki latexowe ze szczepionymi czwartorzędowymi grupami amoniowymi, 

które stanowią powierzchnię wymiany jonowej. 

Na przykład jeśli przez kolumnę, wypełnioną wymieniaczem anionowym 

(anionitem), przepływa eluent zawierający jony hydroksylowe, to czwartorzędowe 

jony amoniowe osadzone na powierzchni wiążą się z nimi. Gdy próbka zawierająca 

aniony A – i B –- zostanie wprowadzona do układu, aniony te wymieniają aniony hydroksylowe 

zgodnie z reakcjami (1) i (2): 

+ _ _ K _ 

NR 3 OH + A 1 

_ 

NR + 3 A + OH 

NR + 3 OH _ _ K _ 

+ B 2 

_ 

+ 

NR + 3 B OH 

(2) 

Rozdział anionów jest determinowany przez ich różne powinowactwa do fazy 

stacjonarnej. Ilościową miarą tego równowagowego procesu jest współczynnik selektywności, 

k X OH 

− zdefiniowany w następujący sposób: 

(1)

8 

WSTĘP DO CHROMATOGRAFII JONOWEJ, METODY ROZDZIAŁU 

− 

gdzie: [ X ] M , S 

− 

stacjonarnej (S) a [ OH ] 

k 

− = 

X OH 

− 

− 

[ X ] × [ OH ] 

S 

[ OH ] × [ X ] 

M 

(3) 

− − 

S 

M 

oznacza stężenie jonu próbki odpowiednio w fazie ruchomej (M) i 

- stężenie jonu hydroksylowego odpowiednio w fazie ruchomej 

(M) i stacjonarnej 

M 

(S). 

W oparciu o współczynnik selektywności można oszacować efektywność 

jonu jako eluentu. Jony o dużym współczynniku selektywności są w pierwszym rzędzie 

używane jako eluenty, dlatego że wykazują one dużą siłę elucji nawet w roztworach 

rozcieńczonych. Wybierając eluent należy generalnie kierować się zasadą, że 

współczynniki selektywności jonu eluentu i jonu próbki powinny mieć porównywalne 

wielkości. Gdy jony próbki eluują zbyt szybko, musi być zmniejszona 

siła eluentu, lub zmieniony jon eluentu na inny o niższym współczynniku selektywności. 

Inną miarą powinowactwa jonów do fazy stacjonarnej jest wagowy współczynnik 

podziału λ , który dla jonu X − został zdefiniowany jako: 

Rys. 3. Rozdział anionów HPIC, kolumny: separacyjna. 

IonPac AS10 4-mm, koncentracyjna IonPac 

AC10, eluent: 85 mM NaOH, przepływ 1 ml/min, 

próbka: 10 ml 1,2% kwasu bornego (1-10µg/l anionów), 

koncentrator płukany wodą dejonizowaną; (1) 

F – , (2) CH 3COO – , (3) HCOO – , (4) B(OH) 4 – /CO 2 – , (5) 

Cl – , (6) NO 2 – , (7) SO 4 

2– , (8) C2O42– , detekcja konduktometryczna 

z supresją. 

równanie II). 

λ= 

− 

[ X ] 

− 

[ X ] 

S 

M 

(4) 

W większości przypadków, zamiast wagowego 

współczynnika podziału, stosuje się stosunek 

podziału składnika między fazę stacjonarną i 

ruchomą k’ (capacity factor) zdefiniowany 

jako: 

mR 

k' = λ × 

(5) 

V 

gdzie: m R masa wypełnienia kolumny, V S objętość 

fazy ruchomej. 

Jak widać współczynnik k’ może być 

wyznaczony w oparciu o wagowy współczynnik 

podziału. Jednak prostsze jest obliczenie go z 

danych chromatograficznych z wykorzystaniem 

wielkości retencyjnych (patrz uzupełnienia A.1 

Zakres zastosowania HPIC obejmuje między innymi oznaczanie jonów nieorganicznych 

takich jak np. F – , Cl – , Br – , I – , ClO – , ClO 2 – , ClO 3 – , ClO 4 – , BrO 3 – , IO 3 – , 

PO 2 3– , PO 3 3– , PO 4 3– , P 2 O 7 4– , P 3 O 10 5– , P 4 O 13 6– , PO 3 F 2– , S 2– , SO 3 2– , SO 4 2– , S 2 O 3 2– , 

SCN – , CN – , OCN – , NO 2 – , NO 3 – , N 3 – , SiO 3 2– , SiF 6 2– , B 4 O 7 2– , BF 4 – , AsO 2 – , AsO 4 3– , 

SeO 3 2– , SeO 4 2– , MoO 4 2– , WO 4 2– , CrO 4 2– , Na + , K + , Mg 2+ , Ca 2+ , Al 3+ , NH 4 + , Fe 2+ , Fe 3+ , 

S

WSTĘP DO CHROMATOGRAFII JONOWEJ, METODY ROZDZIAŁU 9 

Zn 2+ , Cd 2+ , Cu 2+ , Mn 2+ , Cr 3+ , Co 2+ , Ni 2+ , Pb 2+ , kationów lantanowców, anionów 

kwasów organicznych, amin alifatycznych, węglowodanów itp. Przykład wykorzystania 

HPIC w analizie anionów jest przedstawiony na rysunku 3. 

2.2 Wysokosprawna Chromatografia Jonowykluczająca (HPICE) 

Faza 

stacjonarna 

Wysokosprawna chromatografia jonowykluczająca (HPICE) jest wariantem 

chromatografii jonowej, w 

Faza ruchoma którym wykorzystuje się 

- zjawisko równowagi membranowej 

Donnana (rysunek 

SO3 H + δ _ 

H2O 

H2O 

- + 

4). Porowata żywica jonowymienna 

pełni tutaj 

SO3 H 

H + _ 

H2O 

Cl (Eluent) 

H2O 

rolę 

SO 3 

- 

H 

+ 

- + 

SO3 H 

SO3 

- 

H 

+ 

SO3 

H2O 

SO3 

SO3 

- 

H 

+ 

- 

H 

+ 

- 

H 

+ 

H2O 

H2O 

H2O 

Membrana Donnana 

Rys. 4. Schemat rozdziału metodą HPICE 

CH3COOH 

(Próbka) 

półprzepuszczalnej membrany, 

oddzielającej dwie 

fazy wodne: fazę ruchomą 

od fazy stacjonarnej, zawartej 

w porach żywicy. Membrana 

ta jest przepuszczalna 

tylko dla substancji niezjonizowanych 

lub słabo zjonizowanych, 

które ulegają 

podziałowi pomiędzy dwie 

fazy wodne a ich migracja przez kolumnę jest opóźniona. Natomiast substancje zjonizowane, 

nieprzenikające do wnętrza porów, nie są zatrzymywane w kolumnie i 

opuszczają ją w pierwszej kolejności. 

HPICE jest stosowane w celu szybkiej separacji słabych kwasów nieorganicznych, 

kwasów organicznych, alkoholi, aldehydów, aminokwasów, a także grupowego 

oddzielania związków nieorganicznych od organicznych. Połączona z HPIC 

metoda ta może być używana do analizy próbek złożonych, 

takich jak: mocz, protoplazma, wyciągi z masy papierniczej, 

próbki żywności i napojów (rysunek 5) itp. 

Rys. 5.Rozdział kwasów organicznych w białym winie 

HPICE (rozcieńczenie 1/25), kolumna separacyjna: HPICE- 

AS1, temp. 30 o C, eluent: 2 mM kwas oktanosulfonowy w 2% 

2-propanolu, przepływ: 0,8 ml/min, próbka: 50 µl, detekcja 

konduktometryczna supresor AMMS-ICE, regenerant 5mM 

TBAOH 2-3 ml/min, kwasy: (1) cytrynowy, (2) winowy, (3) 

maleinowy, (4) bursztynowy i mlekowy, (5) octowy, (6) węglowy 

(Dionex AN 21).

10 

WSTĘP DO CHROMATOGRAFII JONOWEJ, METODY ROZDZIAŁU 

2.3 Chromatografia Par Jonowych (Chromatografia Jonowa z Fazą Ruchomą, 

MPIC). 

Mechanizm MPIC nie jest jak dotąd dokładnie poznany. Zgodnie z modelem 

tworzenia par jonowych, jony substancji rozpuszczonej X (oznaczanej) oddziaływują 

lipofilowymi jonami L (stanowiącymi składnik eluentu) tworząc kompleks XL. 

Kompleks ten może być odwracalnie wiązany z niepolarną powierzchnią fazy stacjonarnej 

S, którą stanowi tzw. „faza odwrócona” - tj. faza o polarności mniejszej niż 

eluent, dając kompleks XLS. Rozdzielane jony próbki (w postaci kompleksów typu - 

XL) różnią się między sobą czasem przebywania wewnątrz kolumny, wynikającym z 

ich różnych powinowactw do niepolarnej powierzchni fazy stacjonarnej („trwałością” 

kompleksu XLS), co stanowi przyczynę rozdziału. 

Według alternatywnego modelu, lipofilowe jony eluentu są adsorbowane na 

powierzchni fazy stacjonarnej tworząc LS. Na powierzchni 

niepolarnej fazy stacjonarnej powstaje dynamiczny 

wymieniacz jonowy, z którym oddziaływują 

jony substancji rozpuszczonej X. Jony o charakterze 

hydrofobowym, jak sulfoniany alkilowe i arylowe, mogą 

penetrować wnętrze warstewki utworzonej przez kompleksy 

LS, gdzie o ich czasie przebywania decyduje 

adsorpcja. Jony bardziej hydrofilowe, jak SO 4 2– , penetrują 

tylko strefę zewnętrzną, a o ich czasie przebywania 

wewnątrz kolumny decyduje mechanizm wymiany jonowej 

opisany dla HPIC. 

Rys. 6. Rozdział kwasów tłuszczowych 

MPIC, kolumny: separacyjna 

IonPac-NS1, ochronna 

IonPac-NG1, eluent: 10 mM 

NH 4 OH w 35% izopropanolu, 

przepływ 0,7 ml/min, próbka 

100µl, stężenie sumaryczne 25- 

500 mg/l, kwasy: (1) laurowy, 

(2) mirystynowy, (3) palmitynowy, 

(4) stearynowy (Dionex 

AN45). 

MPIC znalazła zastosowanie do oznaczeń jonów 

hydrofobowych, takich jak: siarczany i sulfoniany alikilowe 

i arylowe, aminy alifatyczne i aminy czwartorzędowe, 

alkaloidy, barbiturany, pochodne kwasów tłuszczowych 

(rysunek 6). Ponadto MPIC umożliwia szybki 

rozdział I – , SCN – , ClO 4 – , BF 4 – , a także cyjankowych 

kompleksów metali. 

3. METODY DETEKCJI W CHROMATOGRAFII JONOWEJ 

Detektory są urządzeniami określającymi zmiany w składzie eluentu, na podstawie 

różnic pomiędzy właściwościami fizykochemicznymi eluentu i substancji 

oznaczanej (analitu). Niezależnie od rodzaju detektora i właściwości wykorzystywanej 

podczas detekcji, eluent zawierający substancję oznaczaną, po przejściu przez 

kolumnę, trafia do przepływowego naczynka pomiarowego. Aby uniknąć niepożądanego 

rozmycia pików chromatograficznych pojemność takiego naczynka jest rzędu 

0,01-10 µl. W większości przypadków o wyborze detektora decyduje rodzaj metody 

oddzielania i skład zastosowanego eluentu. Detektory mogą działać w sposób bezpośredni, 

gdy oznaczany jon posiada własności fizykochemiczne (np. absorpcja UV 

przy wybranej długości fali), różniące się diametralnie od własności będących w

WSTĘP DO CHROMATOGRAFII JONOWEJ, METODY DETEKCJI 11 

dużym nadmiarze jonów eluentu. Jeśli ten warunek jest spełniony możemy niekiedy 

mówić o selektywności a nawet specyficzności detektora. Znacznie częściej jednak 

mamy do czynienia z metodami wykorzystującymi zmianę cechy eluentu jonowego 

(np. przewodnictwa elektrycznego) jaka zachodzi na skutek obecności jonów analitu. 

Jeśli mierzona cecha fizyczna analitu jest intensywniejsza od eluentu, mówimy o 

detekcji bezpośredniej; w przypadku odwrotnym o detekcji pośredniej. 

3.1 Detekcja Konduktometryczna 

Detekcja konduktometryczna (przewodnictwa jonowego) jest najbardziej 

uniwersalną metodą stosowaną w chromatografii jonowej. Zajmuje ona centralną 

pozycję wśród metod detekcji a niekiedy nazywana jest również „koniem roboczym” 

chromatografii jonowej. Metodą konduktometryczną mogą być oznaczane anality, 

które po przejściu przez kolumnę analityczną są w stanie dotrzeć do detektora w postaci 

jonowej. Zalicza się do nich jony mocnych kwasów i zasad, takich jak chlorki, 

siarczany, potas, sód itp. Jony słabych elektrolitów bada się wybierając pH eluentów, 

tak aby maksymalnie zwiększyć stopień dysocjacji analitu. W przypadku pomiarów z 

użyciem supresji jonowej o tym czy jon słabego elektrolitu będzie wykryty czy też 

nie decyduje pH eluentu po supresji. Wraz ze wzrostem stopnia dysocjacji analitu 

wzrasta czułość oznaczenia. W chromatografii anionów, czułość jest niska dla anionów 

o pK a większym od 6. Aniony o pK a większym od 7 w ogóle nie są wykrywane. 

Wszystkie organiczne grupy kwasowe mają pK a poniżej 4,75, stąd konduktometria 

jest dogodną metodą detekcji kwasów organicznych. Z kolei organiczne zasady to w 

większości aminy, które są oznaczane w postaci kationów amoniowych (R-NH 3 + ). 

Aminy alifatyczne mają pK a około 10 i są łatwo wykrywalne. Natomiast aminy aromatyczne 

mają pK a w zakresie od 2 do 7. Są to wartości zbyt niskie, aby pozwolić na 

detekcję konduktomertyczną z supresją jonową gdyż ta przekształcałaby je do formy 

niejonowej (aminy te mogą być z powodzeniem oznaczane za pomocą detekcji amperometrycznej 

i UV). 

W detektorze konduktometrycznym wykorzystuje się zdolność roztworów 

elektrolitów umieszczonych w polu elektrycznym powstającym pomiędzy dwoma 

elektrodami przepływowego naczynka konduktometrycznego (rysunek 7) do przewodzenia 

prądu na skutek transportu jonów. 1 

Prąd płynący przez zawarty między elektrodami słup elektrolitu wyraża się 

zgodnie z prawem Ohma równaniem (6): 

U 

i = (6) 

R 

gdzie: U jest napięciem elektrycznym przyłożonym do elektrod (V), R oznacza oporność 

słupa elektrolitu pomiędzy elektrodami (Ω). 

Oporność zależy od składu elektrolitu, przy elektrolicie o stałym składzie jest 

wprost proporcjonalna do odległości l pomiędzy elektrodami i odwrotnie proporcjonalna 

do pola powierzchni A elektrody: 

1 Aby zapobiec zachodzeniu reakcji elektrodowych w pomiarach konduktometrycznych stosuje się 

prąd szybkozmienny o częstości około 1 kHz, a elektrody wykonuje z metali szlachetnych

12 

WSTĘP DO CHROMATOGRAFII JONOWEJ, METODY DETEKCJI 

l 

R = ρ × 

(7) 

A 

gdzie: ρ jest współczynnikiem proporcjonalności zwanym opornością elektryczną 

(opornością właściwą) elektrolitu. 

źródło napięcia, 

układ pomiarowy 

Odwrotność oporności G nazywa się 

przewodnością (konduktancją) a jej jednostką 

jest simens (S = Ω -1 ): 

(+) 

(-) 

A κ × A 

G = = 

ρ × l l 

(8) 

przy czym κ=1/ρ (S cm -1 ) jest to przewodność 

elektrolityczna (przewodnictwo właściwe elektrolitu). 

Po przekształceniu: 

kierunek 

przepływu eluentu 

Rys. 7. Schemat ideowy przepływowego 

naczynka konduktometrycznego 

κ= G× 

K C 

(9) 

l 

K = C 

A 

(10) 

wielkość K c zwana stałą naczynka konduktometrycznego charakteryzująca układ 

pomiarowy jest stała i niezależna od właściwości elektrolitu. 

Przewodność elektrolityczna roztworów rozcieńczonych jest sumą indywidualnych 

udziałów przewodności wszystkich jonów w roztworze pomnożonych przez 

ich stężenie. Prawidłowość ta, nazywana prawem niezależnego ruchu jonów 

Kohlrauscha, przedstawiona jest równaniem (11): 

κ = 

o 

∑ λ 

i 

× zi 

× ci 

i 

1000 

(11) 

gdzie: c i jest stężeniem molowym jonu w roztworze, z i wartościowością jonu ładunku, 

a λ o 

i 

jest graniczną przewodnością molową danego jonu 2 (jest to przewodność 

jonu podzielona przez jego stężenie i ekstrapolowana do nieskończenie dużego rozcieńczenia) 

wyrażoną w S×cm 2 ×mol -1 . 

2 Zgodnie z zaleceniami IUPAC zawsze podaje się wzór jednostki chemicznej, do której odnosimy 

stężenie c np. λ(Mg 2+ )=2λ(1/2Mg 2+ ). Przy takim ujęciu, i założeniu że przyjęta jednostka ma pojedynczy 

ładunek, pojęcie przewodności molowej danego jonu jest tożsame z używanym jeszcze w literaturze, 

ale niezalecanym, pojęciem przewodnictwa równoważnikowego jonu.


Tabela 1. Graniczne przewodności molowe wybranych jonów w roztworze wodnym 

w temperaturze 18 i 25 o C 

Aniony 18 o C 25 o C Kationy 18 o C 25 o C 

OH – 171 198,3 H + 315 349,8 

F – 47,3 55,4 Li + 32,8 38,6 

Cl – 65,5 76,4 Na + 42,8 50,1 

Br – 68,0 78,1 K + 63,9 73,6 

I – 66,5 76,8 Rb + 66,5 77,8 

SCN – 56,5 66 Ag + 53,5 61,9 

– 

NO 2 71,4 1/2Ca 2+ 50,7 59,5 

– 

NO 3 61,8 71,5 1/2Sr 2+ 50,6 59,4 

2– 

1/2SO 4 68 80 1/2Ba 2+ 55 65 

2– 

1/2C 2 O 4 63,0 73,5 1/2Pb 2+ 60,8 71,2 

2– 

1/2CO 3 70,0 83,3 1/2Mg 2+ 45 53 

– 

HCO 3 40,5 47,0 1/2Zn 2+ 46 54 

2– 

1/2CrO 4 72 83 1/2Fe 2+ 53,5 

HCOO – 54,6 1/3Fe 3+ 68 

– 

CH 3 CO 2 35,0 40,9 1/2Hg 2+ 63,6 

– 

CH 3 CH 2 CO 2 35,8 1/2Co 2+ 49 

– 

C 6 H 5 CO 2 32,3 

+ 

NH 4 63,9 73.5 

1/2Ftalan 2– 38 

+ 

N(CH 3 ) 4 40,0 44,9 

Salicylan – 30 

+ 

N(C 2 H 5 ) 4 28,2 32,6 

– 

CH 3 O 2 SO 2 48,8 

+ 

S(C 2 H 5 ) 2 36,1 

Dane zawarte w tabeli 1 pozwalają na obliczenie przewodności elektrolitycznej roztworów 

jonowych o stężeniu nie przekraczającym 1 mM. Na przykład roztwór 0,2 

mM benzoesanu sodowego (C 6 H 5 COONa) i 0,1 mM chlorku magnezu (MgCl 2 ) zawiera 

2×10 -2 mola anionów benzoesanowych, 2×10 -2 mola kationów sodowych 

2×10 -2 mola anionów chlorkowych i 1×10 -2 mola dwuwartościowych kationów magnezowych. 

Stąd obliczona ze wzoru (11) przewodność elektrolityczna takiego roztworu 

wynosi 42,36 µS/cm. 

Przyczynę różnic przewodności molowych pomiędzy poszczególnymi jonami 

stanowi ich ruchliwość u i 0 gdyż: 

= F× u 

(12) 

λ 0 0 

i 

i 

gdzie: F oznacza Stalą Faradaya (9,648456×10 4 C mol -1 ). 

Z równania (12) wynika, że udział poszczególnych rodzajów jonów w przenoszeniu 

ładunku elektrycznego przez roztwór nie jest jednakowy, ponieważ ich ruchliwości 

nie są jednakowe. 

Z kolei ruchliwości jonów zależą od kilku czynników, z których najważniejsze 

to: (i) wielkość jonu (jony większe poruszają się w polu elektrycznym wolniej 

niż małe), (ii) składu elektrolitu (jony, których otoczki hydratacyjne są większe poru-

14 


Rys. 9. Rozdział anionów, 

kolumna separacyjna. IonSpher 

5A 100x3-mm, eluent wodoroftalan 

potasowy 5 mM, przepływ 

1 ml/min, próbka 10µl, stężenie 

0,2 g/l, (1) HCOO – , (2) Cl – , (3) 

NO 2 – , (4) NO 3 – , detekcja konduktometryczna 

bez supresji 

(Chrompack AN396B). 

Λ (S cm 2 mol -1 ) 

240 

200 

160 

120 

szają się wolniej od jonów z małymi 

otoczkami vide aniony fluorkowe i 

chlorkowe), (iii) temperatury 3 (rysunek 

8). 

Przedstawione wyżej cechy, 

od których zależy przewodnictwo 

elektrolitu, nakładają pewne ograniczenia 

na zastosowanie metody bezpośredniej 

detekcji konduktometrycznej 

w chromatografii jonowej. 

Przede wszystkim, chcąc stosować 

metodę detekcji bezpośredniej 

w tzw. „chromatografii jednokolumnowej” 

(bez supresji, z częściowym 

elektronicznym tłumieniem 

przewodności eluentu) i oczekując 

dużej różnicy przewodności pomiędzy 

analitem a eluentem, przy wyborze eluentu ograniczeni 

jesteśmy do eluentów o niskich własnych przewodnościach 

molowych. Praktycznie są to eluenty, w których skład wchodzą 

jony organiczne o względnie dużych cząsteczkach (o małej 

ruchliwości). Na przykład, w analizie anionów zastosowanie 

znalazły rozcieńczone (10 -4 - 10 -3 M) roztwory soli 

kwasów benzoesowego, ftalowego 

i o-sulfobenzoesowego (rysunek 

9). Aby jednak mogły być 

one użyte, pH fazy ruchomej musi 

znajdować się w granicach 4 do 

7, w którym to zakresie pH w/w 

kwasy organiczne są zdysocjowane 

i mogą pełnić rolę eluentów. 

Jakkolwiek metoda ta daje 

zadawalające rezultaty dla podstawowych 

jednowartościowych 

anionów (czułość 2-50 µg/l), to 

użycie innych eluentów z zastosowaniem 

supresji (tzw. „chromatografia 

dwukolumnowa”, 

patrz punkt 3.1.1) pozwala na 

uzyskanie czułości co najmniej o 

rząd wielkości wyższej. Natomiast 

zastosowanie KOH jako 

80 

40 

0 

Cl _ 

Na + 

NH 4 

+ 

0 20 40 60 80 100 

t ( o C) 

Rys. 8. Przykład zmiany granicznej przewodności molowej 

jonów Cl - , Na + , NH 4 + pod wpływem zmiany temperatury 

roztworu w zakresie od 0 do 100 o C. 

Rys. 10. Rozdział anionów HPIC, 

kolumna separacyjna. PRP-X100 

250x4,1-mm, eluent: 3,2 mM KOH pH 

11,5, przepływ 3 ml/min, próbka: 100 

µl; (1) B(OH) 4 

– 

50 mg/l (2) F – 50 mg/l, 

(3) SiO 3 2– 50 mg/l, detekcja konduktometryczna 

pośrednia. (Hamilton Appl.66). 

3 Wartość granicznej przewodności molowej jonu w temperaturze t (λ t 0 ) można obliczyć znając 

wartość przewodności w 25 o C ( λ 0 25 

) posługując się przybliżonym wzorem: 

0 0 β 

λt = λ25 

× e ( t −25) (13) 

w którym współczynnik obliczeniowy β dla większości jonów przybiera wartości bliskie 0,02.


eluentu w chromatografii jednokolumnowej wraz z pośrednią detekcją konduktometryczną 

pozwala na oznaczanie anionów słabych kwasów o pK a > 7 (rysunek 10). 

Drugi decydujący czynnik, jakim jest wpływ składu elektrolitu na przewodność 

molową jonów, wymaga szczególnej dbałości o stabilność składu eluentu. 

Utrzymanie odpowiedniego reżimu podczas kalibracji i właściwego pomiaru (w dużej 

mierze jest to funkcja jakości użytej aparatury) pozwala na uzyskanie dobrej powtarzalności 

i odtwarzalności oznaczeń. 

W końcu, duża wrażliwość przewodności molowej jonów na zmiany temperatury, 

wymaga stabilizacji temperatury detektora lub elektronicznej kompensacji 

efektów temperaturowych (rysunek 11). 

Rys. 11. Wpływ kontroli temperatury naczynka konduktometrycznego na jakość pomiaru 

(Chromatograf DX-120, Dionex Co.) 

Stabilizacja temperatury detektora jest szczególnie istotna w chromatografii jednokolumnowej, 

w której przewodność eluentu jest wysoka. Dla przewodności linii podstawowej 

eluentu około 300 µS, zmiana temperatury o 1 o C skutkuje wzrostem przewodności 

o około 6 µS, co odpowiada 60% na 10 µS skali pomiaru. Takie wahania 

linii podstawowej mogą uniemożliwić oznaczenie wielu jonów występujących w małych 

stężeniach. Ten niekorzystny efekt ma mniejsze znaczenie w przypadku chromatografii 

dwukolumnowej, gdzie w rezultacie supresji, przewodność linii podstawowej 

jest zredukowana do około 20 - 30 µS. 

3.1.1 Supresja - Tłumienie Przewodności Eluentu 

Użycie silnych elektrolitów jako eluentów w chromatografii jonowej z bezpośrednią 

detekcją konduktometryczną wymaga zastosowania dodatkowego procesu w 

celu usunięcia przewodnictwa eluentu bez naruszania badanych składników próbki 

(tzw. supresję, ang. suppress - tłumić). Praktycznie funkcję taką może pełnić każdy 

proces chemiczny, w wyniku którego składniki eluentu są zamieniane w mniej przewodzące 

związki np. reakcje wymiany jonowej, kompleksowania itp. 

Już w początkowej fazie rozwoju chromatografii jonowej opracowano metodę 

zmniejszającą sygnał przewodności wynikający z przewodnictwa eluentu (Hamish 

Small, 1975). Problem ten rozwiązano poprzez zastosowanie drugiej specjalnej

16 


kolumny (kolumny tłumienia) umieszczonej po kolumnie analitycznej. W kolumnie 

tej, wypełnionej silnie kwasową żywicą kationowymienną, następuje wymiana kationu 

eluentu na jon wodorowy. Składniki eluentu opuszczają kolumnę tłumienia w 

postaci słabo zdysocjowanej. Na przykład, gdy w chromatografii anionów eluentem 

jest roztwór wodorotlenku, po procesie supresji kolumnę tłumienia opuszczają elektrycznie 

obojętne cząsteczki wody. Natomiast aniony próbki, które z jonami wodorowymi 

tworzą mocniejsze kwasy, docierają do naczynka konduktometrycznego w 

postaci zdysocjowanej, gdzie są wykrywane (rysunek 12). 

Rys. 12. Schemat działania kolumny tłumienia (supresora kolumnowego) w 

chromatografii jonowej „dwukolumnowej”. 

Ponieważ kolumna tłumienia zatrzymuje jony eluentu, musi być ona okresowo 

regenerowana. W omawianym przypadku do regeneracji używa się kwasu siarkowego. 

Aby zminimalizować straty na regenerację, parametry obydwu kolumn muszą 

być zoptymalizowane. Mimo to regeneracja kolumny tłumienia nigdy nie jest 

pełna, co prowadzi do stopniowej zmiany czasów retencji i rozmycia pików. 

Obecnie miejsce klasycznej supresji kolumnowej prawie całkowicie zastąpiły 

nowoczesne metody supresji, o których będzie mowa w punkcie 5. 

3.2 Detekcja Elektrochemiczna 4 

Metody detekcji elektrochemicznej znalazły zastosowanie w analizie jonów 

substancji, które ze względu na ich niski stopień dysocjacji, są trudno oznaczalne lub 

nieoznaczalne metodą konduktometryczną. Polegają one na pomiarze prądu lub ładunku 

powstającego podczas elektrochemicznego utleniania-redukcji analitu na powierzchni 

elektrody roboczej. Podczas elektrochemicznego utleniania elektrony są 

przenoszone z analitu do elektrody roboczej, natomiast podczas redukcji w kierunku 

odwrotnym. 

Konwencjonalna detekcja amperometryczna (DC amperometria) polega na 

pomiarze prądu przy stałym potencjale elektrody roboczej, wykonanej z metalu szlachetnego 

(rysunek 13). Potencjał elektrody roboczej jest utrzymywany względem 

elektrody odniesienia (Ag/AgCl), o stałym, niezależnym od składu eluentu potencjale. 

Trzecią elektrodę - elektrodę pomocniczą stanowi elektroda węglowa lub przewo- 

4 Aczkolwiek konduktometria również może być zaliczana do metod elektrochemicznych to jednak za 

takie zwykło się uważać metody, w których zachodzą elektrodowe reakcje chemiczne.


dząca obudowa naczynka amperometrycznego. Kiedy elektroaktywna substancja 

przepływa przez naczynko amperometryczne częściowo się utlenia (lub redukuje). 

4 

2 

Rys. 13. Schemat cienkowarstwowego naczynka 

amperometrycznego detektora elektrochemicznego 

ED40 Dionex Co. 1- elektroda robocza (Ag, Pt), 2 

- elektroda odniesienia(Ag/AgCl), 3 - elektroda pomocnicza 

(obudowa naczynka), 4 - elastyczna 

uszczelka nieprzewodząca. 

1 

3 

Reakcja ta prowadzi do powstania pomiędzy 

elektrodą roboczą, a elektrodą 

pomocniczą prądu proporcjonalnego do 

stężenia analitu. Natężenie prądu jest 

rejestrowane w postaci chromatogramu. 

Ze względu na małą powierzchnię elektrody 

roboczej (do 0,5 cm 2 ) w typowym 

naczynku amperometrycznym z przepływem 

około 1 ml/min mniej niż 10% 

analitu ulega reakcji elektrodowej. Użycie 

naczynka o większej powierzchni 

elektrody roboczej pozwala na pełną 

konwersję analitu (ta technika analityczna 

to kulometria). Zarówno amperometria 

jak i kulometria mogą być używane 

w wariancie detekcji bezpośredniej jak i 

pośredniej. W przypadku detekcji pośredniej, 

reakcji elektrodowej ulega nie 

substancja oznaczana, ale jej pochodna (np. odpowiedni związek kompleksowy) uzyskana 

w procesie derywatyzacji pokolumnowej. 

We wszystkich metodach elektrochemicznych warunkiem zajścia reakcji u- 

tleniania-redukcji jest odpowiednio dobrany potencjał elektrody roboczej. Reakcja 

polegająca na przeniesieniu n elektronów z substancji A do elektrody (równanie 14), 

A 

An+ 

+ 

ne 

- 

(14) 

zachodzi wtedy gdy do elektrody roboczej przyłożony jest potencjał E ER określony 

wzorem Nernsta (15): 

n+ 

0, 

059 A 

EER 

= E0 

+ × log [ ] 

(15) 

n [ A] 

gdzie: [A n+ ], [A] to stężenia równowagowe utlenionej i zredukowanej formy analitu 

na powierzchni elektrody, E 0 potencjał standardowy, odpowiada sytuacji gdy stężenia 

[A n+ ] i [A] są sobie równe. 

Dąży się do tego, aby wydajność utleniania analitu była jak najwyższa (jak 

najwyższy mierzony prąd) dlatego potencjał elektrody roboczej powinien być wyższy 

od potencjału standardowego. Nie zawsze jednak potrzebne wartości potencjału 

można znaleźć w tablicach. Aby je uzyskać wykonuje się pomiar woltametryczny 

(woltametria hydrodynamiczna) polegający na przepuszczaniu przez naczynko roztworu 

oznaczanej substancji w nieaktywnym elektrolicie (np. KCl). Zwiększając 

stopniowo potencjał elektrody roboczej rejestruje się pole piku chromatograficznego

18 


aż do osiągnięcia wartości maksymalnej, powyżej której zwiększenie napięcia nie 

powoduje już wzrostu pola piku. (rysunek 14). 5 

pole piku 

1500 

I dyf 

1000 

500 

Osiągnięta wartość odpowiada 

sytuacji, w której rejestrowane 

natężenie prądu jest limitowane 

przez szybkość dyfuzji cząsteczek 

analitu do powierzchni w 

roztworze. Te graniczną wartość 

prądu nazywa się prądem dyfuzyjnym 

I dyf . Wartość prądu dyfuzyjnego 

opisywana jest wzorem 

(16): 

0 

0,0 0,2 0,4 

E 

0,6 

ER 

0,8 1,0 

potencjał względem Ag/AgCl, V 

n F P D c 

I 

dyf 

= × × × × 

δ 

(16) 

Rys. 14. Pole piku serotoniny w funkcji potencjału elektrody 

roboczej. 

gdzie: F oznacza stałą Faradaya, 

P powierzchnię elektrody, D i c 

odpowiednio współczynnik dyfuzji 

i stężenie analitu, δ grubość warstwy dyfuzyjnej tj. odległość pomiędzy powierzchnią 

elektrody a miejscem, w którym stężenie analitu jest równe średniemu 

stężeniu analitu w roztworze. 

Optymalną wielkością potencjału elektrody roboczej stosowaną w detekcji 

amperometrycznej jest wielkość nieco niższa od odpowiadającej prądowi dyfuzyjnemu 

(w przypadku prezentowanym na 

rysunku 7 jest to około 0,6 V). Dodatkowe 

zwiększanie potencjału elektrody prowadzi 

do zwiększenia szumów, a także do 

obniżenia selektywności pomiaru (gdyż 

zwiększa to liczbę substancji, które mogą 

być utleniane). 

Rys. 15. Katecholoaminy w moczu (ekstrakt), 

kolumna separacyjna: Zorbax C- 

18, eluent: bufor cytrynianowo/octanowy, 

20% metanol, 1% OSA, 10 

µM EDTA, przepływ 1 ml/min, próbka: 

20 µl; (1) noradrenalina (2) adrenalina, 

(3) DHBA (wzorzec wewnętrzny, (40) 

dopamina, detekcja amperometryczna 

(DC). 

Główne zastosowania klasycznej 

detekcji amperometrycznej (amperometrii 

DC) stanowią związki organiczne o znaczeniu 

biologicznym, posiadające w 

swym składzie grupy fenolowe i katecholowe, 

takie jak: adrenalina, dopamina i 

inne neurotransmitery, których detekcja 

wykracza poza możliwości metody konduktometrycznej 

(rysunek 15). 

Wadą klasycznej amperometrii są pro- 

5 Zakres zastosowanego potencjału jest zależny od materiału elektrody i składu elektrolitu (eluentu). 

W metodach elektrochemicznych wybór elektrody roboczej jest ograniczony przez cztery główne 

czynniki (i) limity potencjału materiału elektrody w eluencie, (ii) możliwość tworzenia kompleksów z 

substancjami rozpuszczonymi, (iii) kinetykę reakcji elektrochemicznej, (iv) szum tła. Szersze informacje 

na ten temat można znaleźć w cytowanej literaturze, a także w notach aplikacyjnych producentów 

detektorów.


E(V) E(V) 

E 1 

pomiar 

czyszczenie 

E 2 

t 1 

t 2 

aktywacja 

t 3 

pomiar 

t 1 

E 1 

E 2 

Rys. 17. Rozdział oligo- i monocukrów, 

kolumna separacyjna: CarboPac 

MA1 250x4-mm, eluent: 0,6 

M NaOH, przepływ 0,4 ml/min, 

próbka: (1) inozytol 18 mg/l (2) 

ksylitol 15,2 mg/l, (3) sorbitol 18,2 

mg/l, (4) dulcytol 18,2 mg/l, (5) 

mannitol 18,2 mg/l, (6) glikoza 18 

mg/l, (7) fruktoza 18 mg/l, detekcja 

amperometria impulsowa (PAD) 

elektroda złota (Dionex TN20). 

pomiar 

blemy związane ze stopniowym 

zmniejszaniem się czułości 

metody. Wiąże się to z osadzaniem 

na powierzchni elektrody 

roboczej trwałych produktów 

reakcji elektrochemicznej, 

co powoduje zmniejszanie 

się dostępnej dla elektrolitu 

powierzchni roboczej 

elektrody. Zmniejsza się w ten 

sposób efektywność reakcji 

Faradaya na elektrodzie. W 

takiej sytuacji czułość metody 

musi być sprawdzana przez 

częste zadawanie próbki wzorcowej. 

Gdy odpowiedź detektora 

przestaje być zadawalająca 

należy wymienić lub oczyścić 

elektrodę roboczą. Jednym ze sposobów pokonania problemów związanych z 

adsorpcją produktów reakcji na powierzchni elektrody jest zastosowanie zamiast 

stałego potencjału sekwencji krótkich impulsów potencjału. 

W amperometrii impulsowej (PAD) detektor mierzy prąd tylko podczas 

krótkich przedziałów czasu, w których prawdopodobieństwo wadliwego działania 

elektrody jest znikome. Dodatkowo potencjał 

podawany na elektrodę może mieć wartości 

większe lub mniejsze od potencjału pomiarowego. 

Pozwala to oczyścić powierzchnię elektrody 

i aktywować ją, poprawiając odpowiedź 

detektora. Na rysunku 16 przedstawiona jest 

typowa sekwencja impulsów potencjału przyłożonych 

do elektrody roboczej. Prąd jest mierzony 

przez czas t 1 , gdy do elektrody przyłożony 

jest potencjał pomiarowy (E 1 ). 6 W tym czasie 

na powierzchni elektrody mogą się osadzać 

niewielkie ilości zanieczyszczeń. W przedziałach 

czasu t 2 i t 3 , gdy przyłożone są potencjały 

(E 2 ) i (E 3 ), z elektrody usuwane są odpowiednio 

utlenialne i redukowalne zanieczyszczenia, 

a także redukowana jest powierzchnia 

elektrody (E 3 ). Tak więc po zakończeniu 

cyklu potencjał pomiarowy może być 

przyłożony do czystej elektrody. 

Optymalne wartości potencjałów wyznacza 

się w niezależnym eksperymencie elektrochemicznym 

takim jak cyklowoltametria, w 

6 Ponieważ w amperometrii impulsowej prąd jest rejestrowany w przedziale czasu, jednostką sygnału 

jest kulomb C - jednostka ładunku. 

E 3 

czas 

Rys. 18. 16. Sekwencja impulsów potencjału w amperometrii impulsowej detekcji 

integracyjnej. 

amperometrycznej.

20 


którym wartość stosowanego potencjału jest powoli zmieniana pomiędzy wartościami 

dodatnimi i ujemnymi w obydwu kierunkach. Odpowiednie wartości potencjałów 

(i czasy) można znaleźć także w literaturze np. w notach aplikacyjnych producentów 

aparatury chromatograficznej. 

Obecnie główny obszar zastosowań amperometrii impulsowej to analiza cukrów prostych, 

dwucukrów, policukrów, glikoprotein, alkoholi, aldehydów, amin, aminokwasów, 

tioli i tioeterów (rysunek 17). 

Kolejnym rodzajem detekcji amperometrycznej jest amperometria integracyjna. 

Metoda ta jest użyteczna dla amin i związków siarkowych ponieważ ich utlenianie 

na powierzchni elektrody metalowej, katalizowane jest przez powstawanie 

tlenku metalu. W amperometrii impulsowej prąd jest mierzony dla stałej wartości 

potencjału E 1 . Natomiast w amperometrii integracyjnej prąd jest mierzony podczas 

przemiatania potencjałem, rosnącym w czasie powstawania tlenku metalu i malejącym 

podczas jego redukcji. Przykład sekwencji impulsów potencjału, w amperometrii 

integracyjnej, jest przedstawiony na rysunku 18. Amperometria integracyjna 

w znaczący sposób minimalizuje efekty tła wywołane powstawaniem tlenku 

metalu, a także zmniejsza efekty wywołane zmianą pH podczas pomiaru. Poniżej 

przedstawiony jest przykład zastosowania amperometrii integracyjnej do badania 

zawartości związków siarkowych w materiałach biologicznych (rysunek 19). 

460 

1 

nC 

2 3 

300 

0 2 4 6 8 10 

Minuty 

Rys. 19. Oznaczanie glutationu w komórkach 

ludzkich SiHa cervical carcinoma. 

kolumny: separacyjna Zorbax 

RP300-C18, ochronna: Zorbax RP300- 

C18 Guard Cartridge, eluent: 1,5% 

acetonitryl w 0,1 M HClO 4 , próbka: 25 

µl dziesięciokrotnie rozcieńczonego 

hydrolizatu, (1) glutation zredukowany 

(GSH) pmol, (2) glutation (GSSG) 

(brak), (3) nieznany, detekcja: 

amperometria integracyjna - elektroda 

złota (Dionex AN110).


3.3 Detekcja Absorpcyjna 

Detekcja absorpcyjna w zakresie światła 

widzialnego i nadfioletu opiera się na dobrze znanym 

prawie Lamberta-Beera, które dla przypadku 

gdy oznaczana substancja jest w pełni zdysocjowana 

ma postać: 

x x y 

∆A = ( εS 

− ε 

E 

) × CS 

× l (17) 

y 

gdzie: ∆A oznacza zmianę absorbancji wywołaną 

pojawieniem się jonów analitu w naczynku spektrofotometrycznym 

detektora, C S stężenie analitu 

Rys. 20. Rozdział azotanów i azotynów 

HPIC, kolumny: separacyjna. IonPac 

AS9, ochronna IonPac AG9, eluent: 

1,7 mM NaHCO 3 , 1,8 mM Na 2 CO 3 , 

przepływ 2 ml/min, próbka: 25 µl (1) 

NO 3 – 3 mg/l, (2) Br – 10 mg/l, (3) NO 2 

– 

10 mg/l, detekcja UV w 210 nm (Dionex 

AU132). 

(mol L -1 x 

), ε S 

i ε y E 

to molowe współczynniki absorpcji 

odpowiednio jonów analitu i eluentu (m 2 

mol -1 ), x i y wartościowości jonów, l długość drogi 

optycznej (m). 

Detekcja absorpcyjna w chromatografii jonowej 

ma jednak znacznie mniejsze znaczenie niż 

w chromatografii cieczowej (HPLC). Bezpośrednia 

detekcja absorpcyjna jonów nieorganicznych (∆A > 0) jest utrudniona ponieważ 

nie zawierają one odpowiednich chromoforów. Jony nieorganiczne absorbują 

zwykle poniżej 220 nm (tabela 2). Główne zastosowanie bezpośrednia detekcja absorpcyjna 

znalazła w oznaczaniu azotanów i azotynów (rysunek 20) jak również 

bromków i jodków w wodzie pitnej. Jest to metoda szczególnie użyteczna gdy oznaczenie 

prowadzi się w obecności dużych stężeń chlorków i siarczanów. Jednak i tutaj 

występuje ograniczenie wywołane powstawaniem ujemnych pików absorbancji Cl – i 

SO 4 2– . 

210 

Tabela 2. Długości fali optymalne dla bezpośredniej detekcji absorpcyjnej 

wybranych jonów 

Jon 

Długość fali [nm] 

Cl – 190 

Br – 200 

I – 236 

2– 

CrO 4 365 

– 

NO 2 207 

– 

NO 3 215 

SCN – 215 

2– 

S 2 O 5 215 

kompleksy metal-Cl 215 

kompleksy metal-CN 215 

kompleksy metal-EDTA 

kompleksy metal-PAR * 490-530 

* 4-(2-pyridylazo)-rezorcynol

22 


Tabela 2 cd. 

Jon 

Długość fali [nm] 

– 

N 3 195 

3– 

PO 4 190 

2– 

SO 4 190 

cytrynian 205 

Większe możliwości daje technika derywatyzacji pokolumnowej prowadzącej 

do wytworzenia jonów kompleksowych absorbujących w zakresie UV-Vis. Została 

ona z powodzeniem wykorzystana do oznaczania metali przejściowych takich 

jak żelazo (II) i (III), mangan, nikiel, kobalt, cynk, kadm czy miedź. 

W metodzie detekcji pośredniej (∆A < 0) wykorzystuje się eluenty oparte o 

aromatyczne kwasy karboksylowe (wykorzystywane w metodzie chromatografii jednokolumnowej 

z detekcją konduktometryczną), intensywnie absorbujące światło w 

zakresie ultrafioletu. W metodzie tej pojawienie się słabo absorbujących jonów analitu 

w naczynku spektrofotometrycznym detektora objawia, się silnym spadkiem absorbancji 

roztworu, rejestrowanym jako piki ujemne. Przykład takiego oznaczenia 

dla mieszaniny pięciu anionów jest przedstawiony na rysunku 21 (chromatogram w 

układzie odwróconym). Największą czułość metody otrzymuje się w zakresie długości 

fali odpowiadającym maksimum molowego współczynnika absorpcji eluentu. 

Przygotowując eluent dla pośredniej detekcji UV-Vis dąży się do kompromisu pomiędzy 

często sprzecznymi tendencjami. Z jednej strony zależy nam na odpowiednio 

dobranej sile elucji, która jest funkcją pH i stężenia eluentu. Z drugiej strony, aby 

wyniki pomiaru absorpcyjnego były obciążone jak najmniejszym błędem, stężenie i 

pH eluentu powiny być dobrane, tak aby sumaryczna absorbancja znajdowała się w 

przedziale 0,2 - 0,8. Obecnie stosowane detektory spektrofotometryczne, dzięki 

płynnej regulacji długości fali światła analizującego, pozwalają na dobranie odpowiednich 

warunków pomiaru. Po zatrzymaniu przepływu umożliwiają one rejestrację 

widma absorpcji substancji znajdującej się w detektorze i 

ustalenie najkorzystniejszej wartości długości fali, w której 

wykonuje się pomiar. 

Rys. 21. Rozdział anionów 

HPIC, kolumna separacyjna. 

PRP-X100 150x4,1-mm, eluent: 

2,0 mM benzoesan sodowy pH 

6,5, przepływ 2,5 ml/min, próbka: 

100 µl; (1)F – , (2) Cl – , (3) 

NO 2 – , (4) Br – , (5) NO 3 

– 

, detekcja 

UV pośrednia w 260 nm (Hamilton 

Appl.77). 

3.4 Detekcja Fluorescencyjna 

Istotą detekcji fluorescencyjnej jest pomiar intensywności 

emisji światła o określonej długości fali, emitowanego przez 

wykrywany związek w wyniku jego wzbudzenia światłem o 

wyższej energii niż światło emitowane. Detektory fluorescencyjne 

są najbardziej specyficznymi i selektywnymi ze 

wszystkich detektorów stosowanych w chromatografii cieczowej. 

Wynika to z tego, że poszczególne związki mogą być 

wzbudzane tylko światłem o określonej długości fali zapewniającym 

przejście do najniższego wzbudzonego stanu singletowego 

cząsteczki. Powrót (dezaktywacja) cząsteczki do 

stanu podstawowego wiąże się z emisją fotonów promieniowania 

świetlnego o charakterystycznej długości fali.


W chromatografii jonowej wykorzystuje się metodę derywatyzacji przed- lub 

pokolumnowej w celu uzyskania fluoryzującego analitu, gdyż tylko nieliczne jony 

(np. UO 2 2+ , czy jony obojnacze aminokwasu tryptofanu), posiadają naturalną zdolność 

do fluorescencji. Dobre wyniki osiągnięto metodę derywatyzacji między innymi 

dla oznaczeń polifosforanów, jodków, azotynów, tiosiarczanów, amoniaku, rubidu, 

cezu, potasu, a także aminokwasów w hydrolizacie białkowym. 

Dobierając eluent do oznaczeń z detekcją fluorescencyjną należy pamiętać o znanym 

z fotochemii efekcie filtru wewnętrznego. Efekt ten polega na absorpcji promieniowania, 

wzbudzjącego analit jak i emitowanego przez analit, przez cząsteczki rozpuszczalnika 

(eluentu). Idealny eluent powinien być więc „przezroczysty” zarówno 

w zakresie fal światła wzbudzającego jak i emitowanego. 

Innym rozwiązaniem jest zastosowanie pośredniej detekcji fluorescencyjnej 

z wykorzystaniem takich eluentów jak np. salicylany. 

3.5 Inne Metody Detekcji 

Poza metodami detekcyjnymi przedstawionymi powyżej, stosowana jest niekiedy 

metoda refraktometryczna (pomiaru współczynnika załamania światła). Ma 

ona jednak ograniczone zastosowanie z uwagi na małą czułość i niewielką możliwość 

rozróżnienia jonów próbki od jonów fazy ruchomej. Do wad detekcji refraktometrycznej 

należy to, że wskazania detektora zmieniają się w zależności od składu fazy ruchomej, 

a także to, że wymaga on termostatowania z dokładnością ±0,01 o C. Dlatego 

detektor refraktometryczny nie nadaje się do pracy przy stosowaniu elucji gradientowej. 

Zaletą detektora refraktometrycznego jest natomiast możliwość użycia dość dużych 

stężeń eluentów (kwasy ftalowy, salicylowy, p-hydroksybenzoesowy, o- 

sulfobenzoesowy), co pozwala na użycie faz stałych o dużej zdolności wymiany jonów. 

Inne, rzadziej stosowane w chromatografii jonowej metody detekcji to: detekcja 

absorpcji atomowej i cząsteczkowej oraz detekcja radiometryczna. 

4. KOLUMNY SEPARACYJNE I ELUENTY 

Dobór wypełnienienia kolumny separacyjnej i rodzaj użytego eluentu jonowego 

decydują o jakości rozdziału chromatograficznego. Poniżej zostały przedstawione 

podstawowe informacje dotyczące materiałów wypełnień i eluentów stosowanych 

w chromatografii jonowej. 7 

7 Obecnie wybór kolumny jest ułatwiony przez to, że znajdujące się obecnie w użyciu kolumny są 

wyspecyfikowane do konkretnego rodzaju analiz. Kolumnie dostarczonej przez producenta towarzyszą 

zwykle dość szczegółowe opisy typowych oznaczeń, które można wykonać z jej użyciem, a także 

informacje dotyczące przygotownia eluentów i regeneracji kolumny.

24 

WSTĘP DO CHROMATOGRAFII JONOWEJ, KOLUMNY I ELUENTY 

4.1 HPIC 

4.1.1 Kolumny 

Stosowane w chromatografii jonowej HPIC fazy stałe (jonity) to prawie wyłącznie 

żywice syntetyczne. Są to stosunkowo obojętne, porowate materiały polimerowe 

stanowiące rdzeń (szkielet, osnowę) 8 , do którego przyłączone są aktywne grupy 

jonowymienne. Grupy te mogą być silnie lub słabo zasadowe lub kwasowe a także 

mieszane. W zależności od rodzaju grup jonowymiennych rozróżnia się anionity - 

zdolne do wymiany anionów, kationity - zdolne do wymiany kationów i jonity amfoteryczne 

- zdolne do wymiany zarówno anionów jak i kationów. 

Tabela 3. Rodzaje jonitów 

Jonit 

Anionity 

- silnie zasadowe 

-średnio i słabo zasadowe 

Kationity 

- silnie kwasowe 

- średnio kwasowe 

- słabo kwasowe 

-bardzo słabo kwasowe 

Grupa jonowymienna 

-N + (CH 3 ) 3 

-N + (CH 3 )C 2 H 4 OH 

-NH 2 , =NH, -N, -N + R 3 

-SO 3 

– 

-PO 3 

2– 

-COO – 

-CH 2 N(CH 2 COO – ) 2 

-OH 

Amfoteryczne -COO – i -N + (CH 3 ) 3 

Grupy jonowymienne mogą znajdować się zarówno na powierzchni jonitu (żywicy) 

jak i w jego osnowie. 

Większość jonitów to jonity organiczne o szkielecie z kopolimeru styrenu i 

diwinylobenzenu (PS/DVB), 9 który pełni rolę środka sieciującego łańcuchy polistyrenu. 

Są one bardzo szeroko stosowane, gdyż wykazują bardzo dobrą stabilność w 

zakresie pH 0 - 14. Umożliwia to użycie eluentów o bardzo wysokim pH, pozwalającym 

na jonizację substancji, które w pH obojętnym są niezjonizowane jak np. cukry 

czy słabe kwasy przedstawione w przykładzie na rysunku 10. Zawartość diwinylobezenu 

w kopolimerze określa stopień usieciowania. Usieciowanie ma decydujący 

wpływ na skuteczność jonitu. Im jest ono wyższe, tym spęcznienie jonitu w roztworze 

jest mniejsze 10 . Usieciowanie bezpośrednio wpływa na proces wymiany jonowej. 

8 Inne rodzaje podłoża stanowią materiały oparte na matrycy krzemionkowej (do tej grupy należy 

materiał kolumny użytej w przykładzie na rysunku 9), które mogą być pokryte polimerem zawierającym 

grupy jonowymienne lub sorbenty z unieruchomionymi kompleksującymi grupami funkcyjnymi 

np. eterami koronowymi, a także materiały nieorganiczne np. zhydroksylowane tlenki glinu, aluminosilikaty, 

heteropolikwasy lub nierozpuszczalne sole metali. 

9 Do szeroko stosowanych jonitów organicznych należą również jonity oparte o polimery metakrylanowe 

i winylowe. 

10 Stopień usiecowania wypełnienia polimerowego materiału kolumny może być miarą jej odporności 

na działanie eluentów organicznych stosowanych w HPLC. Im jest on wyższy tym odporność ta jest

WSTĘP DO CHROMATOGRAFII JONOWEJ, KOLUMNY I ELUENTY 25 

Jony o dużym promieniu jonowym wskutek hydratacji mogą być eluowane szybciej 

z jonitu o niższym usieciowaniu, niż z jonitu o wysokim stopniu usieciowania. 

Liczba i rodzaj grup jonowymiennych ma bezpośredni wpływ na charakterystykę 

rozdzielczą jonitu. Silnie kwasowe lub zasadowe grupy są znacznie lepiej 

zdysocjowane niż słabe. Liczba grup jonowymiennych 11 również wpływa na proces 

wymiany jonowej, ponieważ zwiększenie liczby miejsc aktywnych w jednostce objętości 

powoduje dłuższe zatrzymywanie jonów próbki w kolumnie wypełnionej jonitem. 

Aktywność jonów na żywicy jest trudna do oceny ilościowej, lecz można ją 

oszacować stosując opisany w rozdziale 2.1 współczynnik selektywności k, który jest 

miarą powinowactwa jonu próbki do grupy jonowymiennej na żywicy względem 

jonu eluentu. Im silniej wiązany jest jon przez grupę jonowymienną, tym wyższy 

będzie współczynnik selektywności. Co oznacza, że jon będzie dłużej przyłączony 

do grupy jonowymiennej i później zostanie wymyty z kolumny. 

Współczynniki selektywności (i czasy retencji) dla anionów rozdzielanych na 

najczęściej stosowanym, silnie zasadowym anionicie można uszeregować w następującym 

porządku rosnącym: OH – < F – < ClO 3 – < BrO 3 – < HCOO – < IO 3 – < CH 3 COO – 

< H 2 PO 4 – < HCO 3 – < Cl – < CN – < NO 2 – 

C 2 O 4 2– < CrO 4 2– < MoO 4 2– < WO 4 2– < S 2 O 3 2– 

Dla kationów rozdzielanych na silnie kwasowym kationicie porządek ten 

przedstawia się następująco: Li + < H + < Na + < NH 4 + < K + < Rb + < Cs + < Ag + < Tl + 

26 


Rys. 22. Rozdział kationów HPIC, kolumny: separacyjna. 

IonPac CS15 4-mm, ochronna IonPac CG15, 

eluent: 5 mM H 2SO 4 9% acetonitryl, przepływ 1,2 

ml/min, próbka: 25 µl, (1) Li + 1 mg/l, (2) Na + 4 mg/l, (3) 

NH 4 + 10 mg/l, (4) Mg 2+ 5 mg/l, (5) Ca 2+ 10 mg/l, (6) K + 

10 mg/l, detekcja konduktometryczna supresor CSRS-II, 

zewnętrzne zasilanie wodne. 

Na procesy fizykochemiczne w kolumnie wpływa również wiele innych 

czynników takich jak położenie miejsc aktywnych. Jony zatrzymywane przez grupy 

znajdujące się na powierzchni jonitu charakteryzują się krótszym czasem retencji, niż 

zatrzymywane przez grupy w osnowie. 

Zarówno zdolność wymiany jonów, jak i położenie miejsc aktywnych są 

kształtowane w procesach wytwarzania wypełnień kolumn. Rozwinięcie powierzchni 

wymiany jonowej jest osiągane zwykle przez wytworzenie makro i mikro porów w 

ziarnach żywicy. Inną technologią (rozwijaną przez Dionex Co.) jest naniesienie na 

powierzchnię ziaren polimerowych, mikroziaren wykonanych z lateksu. Mikroziarna 

lateksowe utrzymują się na powierzchni ziaren polimerowych dzięki oddziaływaniom 

elektrostatycznym pomiędzy grupami sulfonowymi a amoniowymi. Na rysunku 

2 w rozdziale 2.1 przedstawiony jest przykład materiału wypełnienia kolumny anionowymiennej, 

w którym połączono zastosowanie otoczki z ziaren lateksowych z 

makroporowatą strukturą ziaren kopolimeru etylenodiwinylobenzenu i diwinylobenzenu. 

Dla tego typu wypełnienia powierzchnię wymiany 

jonowej stanowią grupy amoniowe 

osadzone na powierzchni mikroziaren lateksowych. 

W przypadku wypełnienia kolumny 

kationowej na powierzchnię może być osadzona 

druga warstwa mikroziaren lateksowych 

ze szczepionymi sulfonowymi grupami 

kationowymiennymi. 

Podstawowe różnice pomiędzy kolumnami z 

wypełnieniem mikroporowatym z powierzchniowo 

osadzonymi grupami funkcyjnymi 

i makroporowatym można przedstawić 

porównując działanie kolumny z wypełnieniem 

mikroporowatym IonPac AS11 i jej 

odpowiednika z wypełnieniem makroporowatym 

IonPac AS11-HC (rysunek 23). Wypełnienie kolumny AS11-HC jest podobne 

do pokazanego na rysunku 2, natomiast ziarna wypełnienia kolumny AS11 nie posiadają 

makroporów. Relacja całkowitych zdolności wymiany jonów dla tych kolumn 

wynosi w przybliżeniu 6,5:1 na korzyść kolumny wysokiej pojemności oznaczonej 

symbolem HC (ang. high capacity).


Rys. 23. Rozdział anionów organicznych i 

nieorganicznych HPIC, (A) kolumny: separacyjna 

IonPac AS11 4-mm, ochronna IonPac 

AG11, eluent: NaOH 0,2 mM od 0 do 6 min, 

0,2 mM do 5 mM od 6 do 11 min, 5 mM do 38 

mM od 11 do 23 min, przepływ 2,0 ml/min, 

temperatura 30 o C, próbka: 10 µl; (B) kolumny: 

separacyjna IonPac AS11-HC 4-mm, 

ochronna IonPac AG11-HC, eluent: NaOH 1 

mM od 0 do 8 min, 1 mM do 30 mM od 8 do 

28 min, 30 mM do 60 mM od 28 do 60 min, 

przepływ 1,5 ml/min, temperatura 30 o C, 

próbka: 10 µl. (1) chinian 1 mg/l (2) F – 3 

mg/l, (3) mleczan 10 mg/l, (4) octan 10 mg/l, 

(5) propionian 10 mg/l, (6) mrówczan 10 mg/l, 

(7) maślan 10 mg/l, (8) metylosulfonian 10 

mg/l, (9) pirogronian 10 mg/l, (10) ClO 2 – 10 

mg/l, (11) walerian 10 mg/l, (12) chlorooctan 

10 mg/l, (13) BrO 3 – 10 mg/l, (14) Cl – 5 mg/l, 

(15) NO 2 – 10 mg/l, (16) trifluorooctan 10 mg/l, 

(17) Br – 10 mg/l, (18) NO 3 – 10 mg/l, (19) CO 2 

– 

20 mg/l, (20) malonian 15 mg/l, (21) maleinian 

15 mg/l, (22) SO 4 2– 15 mg/l, (23) szczawian 

15 mg/l, (24) ketomalonian 20 mg/l, (25) 

WO 4 2– 20 mg/l, (26) PO 4 3– 20 mg/l, (27) ftalan 20 mg/l, (28) cytrynian 20 mg/l, (29) CrO 4 2– 20 mg/l, (30) cis-akotynian 20 mg/l, 

(31) trans-akotynian 20 mg/l. Detekcja konduktometryczna supresor ASRS-II autosupresja.(Dionex Co.) 

Jak widać z rysunku 23 rozdział anionów na kolumnie o niskiej pojemności dokonuje 

się w czasie, prawie o połowę krótszym niż na kolumnie makroporowatej. Dla wyższych 

stężeń jonów może wystąpić tu jednak poszerzenie pików i efekty związane z 

przeładowaniem kolumny. Problemy te mogą być wyeliminowane poprzez rozcieńczenie 

próbki przed pomiarem, co nie zawsze jest korzystne. Kolumna makroporowata 

pozwala na badanie bardziej stężonych próbek bez konieczności rozcieńczania i 

niebezpieczeństwa przeładowania kolumny. Kolumny makroporowate pozwalają na 

stosowanie bardziej stężonych eluentów o większej sile elucji. Cechę tę można jednak 

wykorzystać tylko, wtedy gdy pozwala na to stosowany system detekcji (np. 

detekcja konduktometryczna z supresją). W przypadkach, gdy niewskazane jest 

używanie zbyt stężonych eluentów tj. bezpośredniej detekcji konduktometrycznej i 

pośredniej detekcji absorpcyjnej, stosowane są zazwyczaj kolumny o mniejszej zdolności 

wymiany jonów. 

O charakterystyce kolumny wypełnionej żywicą jonowymienną decydują nie 

tylko takie parametry jak rodzaj żywicy, stopień usieciowania, wielkość porów, rodzaj 

i ilość grup wymiennych, ale również rozkład wielkości ziaren i jakość upakowania 

kolumny (patrz uzupełnienia A.II.). 

Im mniejsze jest zróżnicowanie wielkości ziaren i lepsze upakowanie - tym 

wyższa jest selektywność kolumny. Szybkość eluowania dla podobnych jonów ulega 

zróżnicowaniu wskutek niejednorodnego upakowania i zróżnicowania wielkości ziaren 

lub po prostu z powodu złego upakowania i w efekcie uzyskuje się słabe rozdzielenie. 

Niejednorodny przepływ przez kolumnę może być spowodowany nie tylko 

nieprawidłowym wypełnieniem kolumny, lecz może być także wynikiem uszkodzenia 

wypełnienia na skutek wstrząsu mechanicznego, szoku termicznego lub nagłej i 

silnej zmiany równowagi chemicznej.

28 


4.1.2 Eluenty 

Dobór eluentu w HPIC zależy głównie od używanej metody detekcji. Ponieważ 

w większości przypadków detekcja anionów i kationów odbywa się za pomocą 

detektorów konduktometrycznych, najczęściej stosowane eluenty można podzielić na 

dwie grupy: 

(i) - eluenty stosowane z detekcją konduktometryczną i chemicznym tłumieniem (supresją) 

przewodnictwa eluentu („chromatografia dwukolumnowa”) 

(ii) - eluenty stosowane z detekcją konduktometryczną i elektroniczną kompensacją 

przewodnictwa eluentu („chromatografia jednokolumnowa”) 

Eluenty należące do pierwszej grupy powinny charakteryzować niewielkim 

przewodnictwem jonowym po chemicznej modyfikacji jaka ma miejsce podczas 

przejścia eluentu przez supresor. 

Jak widać z zestawienia w tabeli 4 eluentami w HPIC anionów z detekcją 

konduktometryczną i chemicznym tłumieniem przewodnictwa są sole słabych kwasów 

(w tym aminokwasów), których jony są protonowane podczas supresji. Powstające 

podczas supresji słabe kwasy są zdysocjowane w bardzo niewielkim stopniu i 

wnoszą bardzo niewielki udział do całkowitego przewodnictwa elektrolitu. Wymienione 

eluenty, a w szczególności NaHCO 3 /Na 2 CO 3 pokrywają praktycznie cały zakres 

zastosowań HPIC anionów. Roztwory NaHCO 3 /Na 2 CO 3 są roztworami buforowymi, 

a od ich stężeń zależy pH eluentu. Stąd dobierając stężenie składników eluentu 

oprócz wymaganej siły elucji należy brać pod uwagę pH jakie otrzymamy, które 

należy dobrać, tak aby wszystkie oznaczane substancje były zdysocjowane 

(pH(eluentu) > pK a (najsłabiej dysocjującego składnika próbki). 

Tabela 4. Najczęściej stosowane eluenty w HPIC anionów z detekcją konduktometryczną 

i chemicznym tłumieniem przewodnictwa eluentu. 

Eluent Jon eluentu Produkt supresji Siła elucji 

Na 2 CO 3 

2– 

CO 3 [CO 2 + H 2 O] silny 

RNHCH(R’)SO 3 H/NaOH 

2– 

RNHCH(R’)SO 3 RNH + 2– 

2 CH(R’)SO 3 dość silny 

H 2 NCH(R)CO 2 H/NaOH 

– 

H 2 NCH(R)CO 2 H 3 N + – 

CH(R)CO 2 dość silny 

NaHCO 3 /Na 2 CO 3 HCO – 2– 

3 /CO 3 [CO 2 + H 2 O] dość silny 

NaHCO 3 

– 

HCO 3 [CO 2 + H 2 O] słaby 

NaOH OH – H 2 O słaby 

Na 2 B 4 O 7 

2– 

B 4 O 7 H 3 BO 3 

bardzo słaby 

Współcześnie, zastosowanie supresorów membranowych o dużej wydajności 

tworzenia protonów pozwala na dość swobodne operowanie wielkością siły elucji. 

Nawet słabe eluenty (o małym powinowactwie jonów do żywicy jonowymiennej) jak 

NaOH czy Na 2 B 4 O 7 mogą być wykorzystywane w postaci stosunkowo stężonych 

roztworów (0,1 mol/l). Eluenty te doskonale się nadają do prowadzenia rozdziału z 

elucją gradientową. 

Bardzo nowoczesnym i unikalnym rozwiązaniem jest automatyczna generacja 

eluentu o pożądanym składzie.


W generatorze eluentu EG40 (Dionex Co.) przedstawionym schematycznie na rysunku 

24 jony K + są wprowadzane do wyjściowego elektrolitu, którym jest czysta woda, 

poprzez półprzepuszczalną membranę oddzielającą rezerwuar jonów K + od strumienia 

elektrolitu. 

Rys. 24. Schemat działania automatycznego generatora eluentu EG40 

(Dionex Co.) 

W rezultacie otrzymuje się eluent, którego głównym składnikiem jest całkowicie 

zdysocjowany KOH. Szybkość dozowania 

jonów K + do roztworu jest kontrolowana 

napięciem pomiędzy dwoma elektrodami 

platynowymi. Anoda jest 

umieszczona wewnątrz rezerwuaru jonów 

a katoda znajduje się w kontakcie ze 

strumieniem eluentu. Regulując napięcie 

na elektrodach i prędkość przepływu 

można z dużą dokładnością regulować 

stężenie eluentu w zakresie od 0,1 do 

100 mM. Możliwy do uzyskania tą metodą 

gradient stężenia jest praktycznie 

pozbawiony pulsacji. Otrzymanie podobnie 

dokładnego gradientu za pomocą 

najlepszej nawet pompy gradientowej 

jest bardzo trudne lub wręcz niemożliwe. 

Rysunek 25. Analiza śladowa anionów HPIC, kolumny: separacyjna 

IonPac AS11 2-mm, ochronna IonPac AG11, (A) 

eluent: NaOH 0,5 mM od 0 do 2,5 min, 0,5 mM do 5 mM od 

2,5 do 6 min, 5 mM do 26 mM od 6 do 20 min, (B) 0,5 do 26 

mM KOH w ciągu 20 min (źródło EG40), przepływ 0,5 ml/min, 

próbka: 750 µl; Detekcja konduktometryczna supresor ASRS 

zewnętrzne zasilanie wodne. (A) (1) F – 1,4 µg/l, (2) octan 3 

µg/l, (3) mrówczan 0,88 µg/l (4) Cl – 1,2 µg/l, (5) NO 2 – 0,71 

µg/l, (6) Br – 1,6 µg/l, (7) NO 3 – 1,8 µg/l, (8) nieznany (9) CO 2 

– 

(10) SO 4 2– 0,81 µg/l, (11) szczawian 1,3 µg/l, (12) PO 4 3– 3,2 

µg/l; (B) (1) F – 0,9 µg/l, (2) octan 3 µg/l, (3) mrówczan 3 µg/l 

(4) Cl – 0,9 µg/l, (5) NO 2 – 0,9 µg/l, (6) Br – 3 µg/l, (7) NO 3 – 0,9 

µg/l, (8) nieznany (9) CO 2 

– 

(10) SO 4 2– 0,9 µg/l, (11) szczawian 

0,9 µg/l, (12) PO 4 3– 3,0 µg/l; 

Dodatkowo, elektroniczna kontrola parametrów 

pozwala na dostosowanie wartości 

prądu supresora membranowego do 

aktualnego stężenia eluentu. Na rysunku 

25 przedstawiono porównanie rozdziału 

śladowych ilości anionów za pomocą 

klasycznej elucji gradientowej uzyskanej 

za pomocą pompy gradientowej z elucją 

gradientową uzyskaną za pomocą generatora 

eluentu EG40.

30 


Jak już wspomniano w punkcie 3.1, eluenty stosowane z detekcją konduktometryczną 

i elektroniczną kompensacją przewodnictwa to praktycznie te eluenty, w których 

skład wchodzą jony organiczne o względnie dużych cząsteczkach (o małej ruchliwości). 

Najczęściej stosowane w analizie anionów są rozcieńczone (10 -4 -10 -3 M) roztwory 

soli kwasów benzoesowego, 

ftalowego i o- 

sulfobenzoesowego, dlatego 

że łączą one w sobie 

znaczące powinowactwo do 

anionitów pokrytych grupami 

amoniowymi z 

względnie niską przewodnością 

molową. Aby w/w 

kwasy organiczne były 

zdysocjowane i mogły pełnić 

rolę eluentów wartość 

pH fazy ruchomej musi 

znajdować się w granicach 

4 do 7. Jednocześnie bezpośrednia 

detekcja 

Rys. 26. Rozdział kationów HPIC, kolumny: separacyjna. IonPac CS12A 4-mm, 

ochronna IonPac CG10, eluent: kwas metanosulfonowy od 17,7 do 43,5 mM, 

przepływ 1,0 ml/min, próbka: 750 µl, (1) Li + 0,16 µg/l, (2) Na + 0,64 µg/l, (3) NH 4 

+ 

1,25 µg/l, (4) K + 0,63 µg/l, (5) Rb + 3,13 µg/l, (6) Cs + 3,13 µg/l, (7) Mg 2+ 0,63 µg/l, 

(8) Ca 2+ 3,13 µg/l, (9) Sr 2+ 3,13 µg/l, (10) Ba 2+ 4,69 µg/l, detekcja konduktometryczna 

supresor CSRS-II. 

konduktometryczna nie 

pozwala na stosowanie 

dużych stężeń tych eluentów. 

Powinowactwo jonów 

benzoesanowych do 

faz stacjonarnych jest zbliżone 

do jonów węglanowych i pozwala na rozdzielanie anionów jednowartościowych. 

Odpowiednie sole kwasu ftalowego wykazują 

jeszcze większą siłę elucji i nadają się do rozdzielania 

anionów dwuwartościowych. Do rozdzielania anionów 

trójwartościowych stosowane są sole kwasu benzeno- 

1,3,5-trikarboksylowego. 

Większość eluentów tej grupy może być stosowana 

wraz z pośrednią detekcją absorpcyjną. 

W HPIC kationów podział eluentów na związane 

z detekcją konduktometryczną i chemicznym tłumieniem 

(supresją) przewodnictwa eluentu oraz z detekcją konduktometryczną 

i elektroniczną kompensacją przewodnictwa 

eluentu, nie jest już tak wyrazisty jak w przypadku 

rozdziału anionów. 

Do rozdzielania kationów metali alkalicznych, NH + 

4 i 

małych amin alifatycznych są używane mocne kwasy 

(np. solny i azotowy) w stężeniach 0,002 do 0,04 M niezależnie 

od tego czy stosuje się supresję czy też nie. Rozdział 

metali alkalicznych można przeprowadzić używając 

bardzo rozcieńczonego roztworu azotanu Ce 3+ z pośrednią 

detekcją fluorescencyjną. 

Rozdział dwuwartościowych kationów metali za 

Rys. 27. Rozdział kationów HPIC, 

kolumna separacyjna. PRP-X200, 

eluent: 1,2 mM azotan etylenodiamoniowy, 

przepływ 2 ml/min, próbka: 

100 µl; (1) Mg 2+ (2) Ca 2+ , (3) Sr 2+ , (4) 

Ba 2+ , detekcja konduktometryczna bez 

supresji. (Hamilton Appl. 61).


Rys. 28. Rozdział kationów lantanowców HPIC, kolumny 

separacyjna. IonPac CS3, ochronna IonPac CG3, eluent: 

kwasα-hydroksyizomasłowy od 56 do 280 mM w ciągu 23 

min, przepływ 1,0 ml/min, próbka: 50 µl po 10 mg/l każdego 

kationu, detekcja pośredna UV/Vis w 530 nm po derywatyzacji 

PAR w reaktorze membranowym przepływ 1,7 

ml/min (Dionex TN23). 

pomocą rozcieńczonych roztworów kwasów 

mineralnych jest niemożliwy ze 

względu na to, że mają one znacznie większe 

powinowactwo do faz stacjonarnych 

niż protony (patrz zestawienie w punkcie 

4.1.1). Użycie bardziej stężonych roztworów 

mocnych kwasów w systemach bez 

supresji jest niemożliwe ze względu na to, 

że wysokie tło przewodnictwa eluentu 

uniemożliwia czułą detekcję. W systemach 

z supresją wymagane jest użycie supresorów 

membranowych o bardzo dużej wydajności 

(patrz rysunki 22 i 25). 

Na rysunku 26 przedstawiony został przykład 

oznaczania śladowych ilości jedno- i 

dwuwartościowych kationów metali z użyciem 

kwasu metanosulfonowego w elucji 

gradientowej z supresją membranową. 

Zastosowanie supresora membranowego 

oraz mieszaniny kwasów 2,3-diaminopropionowego i solnego jako eluentów umożliwia 

rozdział kationów dwuwartościowych. Siłę 

elucji tego eluentu można regulować poprzez 

protonowanie odpowiedniej liczby grup funkcyjnych 

kwasu 2,3-diaminopropionowego dobierając 

odpowiednio pH roztworu. Kwas 2,3- 

diaminopropionowy, w zależności od pH, może 

występować w roztworze w postaci jedno lub 

dwuwartościowych kationów o różnej sile elucji, 

a produktem supresji tego kwasu jest 

każdorazowo jego jon obojnaczy. Natomiast w 

HPIC kationów dwuwartościowych bez supresji 

stosuje się mieszaniny etylenodiaminy z 

kwasami dwukarboksylowymi (szczawiowym 

lub winowym) lub z kwasami mineralnymi 

(rysunek 27). Rozdziału wielowartościowych 

kationów metali ciężkich i przejściowych 

dokonuje się stosując jako związki 

kompleksujące słabe kwasy organiczne (na 

przykład kwas 2,6-pirydyno-dikarboksylowy i 

kwas α-hydroksyizomasłowy). Reakcje 

Rys. 29. Rozdział kationów lantanowców jako 

kompleksy anionowe HPIC, kolumny separacyjna. 

IonPac CS5, ochronna IonPac CG5, eluenty: 1) 

woda dejonizowana 18-MΩ od 20 do 50%, 2) 100 

mM kwas szczawiowy od 75 do 25%, 3) 100 mM 

kwas diglikolowy od 5 do 25%, w ciągu 10 min, 

przepływ 1,0 ml/min, próbka: 50 µl po 5 mg/l każdego 

kationu, detekcja pośredna UV/Vis w 530 nm 

po derywatyzacji PAR w reaktorze membranowym 

przepływ 1,7 ml/min (Dionex TN23). 

kompleksowania tych kationów tych obniża kationów ich powinowactwo obniża ich do kationitów umożliwiając ich rozdzielenie 

(rysunek 28). W zależności od użytego związku kompleksującego kationy 

metali wielowartościowych mogą być także rozdzielane jako kompleksowe aniony 

(rysunek 29) lub cząsteczki obojętne.

32 


4.2 HPICE 

4.2.1 Kolumny 

Wybór faz stacjonarnych w chromatografii jonowykluczającej jest dość ograniczony. 

Sprowadza się on praktycznie do w pełni sulfonowanych 1 

kationitów na bazie kopolimerów styrenu i diwinylobenzenu, na 

których rozdziela się słabo zdysocjowane kwasy organiczne i nieorganiczne. 

(Rozdział słabych zasad techniką HPICE nie doczekał 

się jak dotąd szerszego zastosowania.) Stopień dyfuzji kwasów do 

wnętrza fazy stacjonarnej, decydujący o czasach ich retencji, zależy 

od stopnia usieciowania kationitu. Silniejsze kwasy rozdzielają 

się lepiej przy niskim około 2% usieciowaniu wypełnienia, słabsze 

przy usieciowaniu około 12%. Większość oferowanych obec- 

2 

nie kolumn ma wypełnienie o „kompromisowym” około 8% usieciowaniu 

i wielkości ziarna (5-15 µm) zapewniającej szybką dyfuzję 

składników eluentu przez wypełnienie. 

4.2.2 Eluenty 

0 Minuty 12 

Rys. 30. Oznaczanie 

węglanów w produktach 

radiolizy wodnych roztworów 

tiaproliny (aminokwasu 

tioeterowego), 

kolumna separacyjna. 

HPICE-AS1 4-mm, 

eluent: woda dejonizowana 

18-MΩ zakwaszona 

do pH 6,7 za pomocą 

HClO 4, próbka: 10 µl, 1) 

mocne kwasy, 2) HCO – 3 ,, 

konduktome- 

detekcja 

tryczna 

Najprostszym eluentem stosowanym w HPICE jest czysta, 

dejonizowana woda. Wadą wody jako eluentu jest to, że w pH 

bliskim obojętnego spora część słabych kwasów i zasad jest całkiem 

dobrze zdysocjowana a przez to słabo zatrzymywana w mechanizmie 

jonowykluczającym. Ogólnie, do rozdziału słabych 

kwasów stosuje się jako eluenty roztwory kwaśne, do słabych 

zasad zasadowe. Woda w pH zbliżonym do obojętnego obecnie 

jest stosowana głównie w oznaczaniu węglanów (rysunek 30). Do 

rozdziału kwasów organicznych stosuje się rozcieńczone roztwory 

kwasów mineralnych solnego, siarkowego, a także perfluoroheptanowego 

i oktanosulfonowego (niekiedy z dodatkiem mannitolu), w zależności od 

metody detekcji i używanego rodzaju supresora (w przypadku konduktometrii). W 

wielu przypadkach długi czas retencji alifatycznych monokwasów i kwasów aromatycznych 

może być skrócony przez dodanie do eluentu niewielkich ilości rozpuszczalników 

organicznych (acetonitrylu, 2-propanolu, etanolu), które blokują centra 

adsorpcyjne na powierzchni fazy stacjonarnej przyśpieszając elucję (rysunek 5). 

4.3 MPIC 

W chromatografii par jonowych MPIC używa się faz stacjonarnych zbudowanych 

z neutralnych, hydrofobowych kopolimerów styrenu i diwinylobenzenu


(PS/DVB) oraz tzw. faz związanych oktadecylosilanowych (ODS, C 18 ) 12 opartych na 

matrycy krzemionkowej. Wybrana faza stacjonarna w zależności od używanej fazy 

ciekłej może być wykorzystana zarówno do rozdziału anionów jak i kationów. Fazy 

ODS są również używane w chromatografii cieczowej w odwróconym układzie faz 

(RP ang. reversed phase). Nie należy jednak używać tej samej kolumny do RP- 

HPLC i MPIC, ponieważ używanie odczynników stosowanych w chromatografii par 

jonowych może powodować trwałe zmiany aktywności kolumny przy stosowaniu w 

zwykłej chromatografii cieczowej z odwróconym układem faz. 

(A) (B) (C) 

C5 

C6 C6 

C6 

C7 

C8 

C5 

0 2 4 6 8 10 12 14 0 2 4 6 8 10 12 0 2 4 6 810 

Minuty 

Rys. 31. Efekt hydrofobowości reagentów 

i stężenia modyfikatora organicznego 

w rozdziale alkilosulfonianów MPIC, 

kolumna separacyjna. IonPac NS1, eluenty: 

(A) 2 mM NH 4 OH/acetonitryl 

(85:11), (B) 2 mM TMAOH/acetonitryl 

(82:18), (C) 2 mM TBAOH/acetonitryl 

(63:37), detekcja konduktometryczna 

supresor ASRS-II. (Dionex TN12). 

C7 

C8 

C5 

C7 

C8 

W odróżnieniu od HPIC w MPIC 

o selektywności rozdziału chromatograficznego 

decyduje przede wszystkim faza 

ruchoma. Dwa główne składniki tworzące 

wodną fazę ruchomą stanowią rozpuszczalnik 

organiczny i reagent dzięki któremu 

powstają pary jonowe. Dla uzyskania 

odpowiedniego rozdziału zmienia się 

rodzaj i stężenie każdego z tych składników. 

Jony hydrofilowe są najlepiej rozdzielane 

z użyciem reagentów hydrofobowych 

a anality hydrofobowe z użyciem 

reagentów hydrofilowych (rysunek 31). 

Aby rozdział był skuteczny jony reagentu 

powinny być możliwie małe, tak aby o 

rozdziale par reagent-analit decydowały w 

jak największym stopniu indywidualne 

cechy analitu. Reagenty anionowe muszą 

być w formie wodorotlenkowej a kationowe 

w formie kwasowej (protonowanej), 

aby umożliwić detekcję konduktometryczną 

z supresją, 

Tabela 5. Najczęściej stosowane reagenty w MPIC w kolejności rosnącej hydrofobowości. 

Analiza anionów 

wodorotlenek amonowy 

wodorotlenek terametyloamoniowy 

wodorotlenek tetrapropyloamoniowy 

wodorotlenek butyloamoniowy 

Analiza kationów 

kwas solny, kwas nadchlorowy 

kwas heksanosulfonowy 

kwas heptanosulfonowy 

kwas oktanosulfonowy 

Ponieważ efektywna pojemność kolumny chromatograficznej jest zależna głównie 

od reagentu, retencja analitu zwiększa się wraz ze wzrostem stężenia reagentu. Stężenie 

graniczne reagentu jest wyznaczane przez jego elektrostatyczne oddziaływania 

z fazą stacjonarną a także, przez pojemność supresora. 

12 W tego rodzaju fazach na powierzchni żelu krzemionkowgo związane są łańcuchy alkilowe zakończone 

grupami funkcyjnymi.

34 


Podobnie jak w HPICE dodatek organicznych modyfikatorów do eluentu 

(acetonitrylu, metanolu, izopropanolu) blokujących centra adsorpcyjne na powierzchni 

fazy stacjonarnej i zmniejszających polarność fazy ruchomej, przyśpiesza 

elucję (rysunek 31). 

5. SUPRESORY 

Tradycyjne supresory w postaci kolumny jonowymiennej przedstawione w 

punkcie 3.1.1 już powoli odchodzą do przeszłości. Zadecydowały o tym uciążliwości 

związane z wymaganą dla prawidłowej pracy kolumny okresową jej regeneracją. 

Ponadto podczas eksploatacji kolumn tłumienia pojawiają się problemy z powtarzalnością 

i odtwarzalnością wyników związane z niepełną ich regeneracją. 

Mimo swych wad idea supresji kolumnowej jest nadal wykorzystywana. Jednym 

z takich rozwiązań jest zmechanizowany układ do supresji w HPIC anionów, w 

którym stosuje się kilka kolumn tłumienia pracujących okresowo. Podczas gdy jedna 

z kolumn pełni aktualnie rolę supresora, 

Na + X - wNa + OH - (eluent) 

dwie pozostałe są regenerowane roztworem 

Na + Na 2 SO 4 

kwasu mineralnego i płukane wodą 

dejonizowaną. 

Innym rozwiązaniem jest zastosowanie 

elektrochemicznej regeneracji niewielkich 

kolumn tłumienia. Regeneracja 

elektrochemiczna polega na elektrolizie 

wodnej fazy ruchomej wewnątrz wyczerpanej 

kolumny tłumienia, na końcach 

której są umieszczone elektrody. 

Podczas elektrolizy wody na katodzie 

generowane są aniony wodorotlenkowe 

a na anodzie kationy wodorowe według 

reakcji (18) i (19). 

H + 

2HO+ 2e − 

− 

→ 2OH + H 

2 2 

(18) 

H + X - wH 2 O 

2HO→ 4H + 4e 

2 

+ − 

(19) 

scianka ' 

kapilary 

do detektora 

scianka ' 

kapilary 

H 2 SO 4 

Rys. 32. Schemat działania supresora kapilarnego 

w HPIC anionów. 

Wygenerowane elektrochemicznie kationy 

H + regenerują stosowane w chromatografii 

anionów kationowymienne 

kolumny tłumienia, a aniony OH – regenerują 

anionowymienne kolumny tłumienia, 

stosowane w chromatografii 

kationów. 

Sterowany przepływ fazy ruchomej wymusza migrację odpowiednich jonów wzdłuż 

kolumny i ich dotarcie do osadzonych na powierzchni żywicy grup jonowymiennych. 

Obydwa przedstawione rozwiązania umożliwiają quazi-ciągłą pracę chromatografu 

jonowego.

WSTĘP DO CHROMATOGRAFII JONOWEJ, SUPRESORY 35 

anoda 

Na + X - wNa + OH - (eluent) 

H 2 OO , 2 

Na + OH - , 

H + Na + 

H + + O 2 H 2 + OH - 

H + X - wH 2 O 

H 2 O 

H 2 O 

H 2 O do detektora H 2 O 

membrana membrana 

H2 

katoda 

Rys. 33. Schemat działania autosupresora membranowego 

(ASRS) w HPIC anionów. 

Oddzielną kategorię supresorów 

stanowią supresory o działaniu 

ciągłym, które jest oparte o 

procesy wymiany jonowej zachodzące 

poprzez membrany jonowymienne 

(dializa). W początkowym 

okresie wykorzystywano do tego 

celu supresory kapilarne (rysunek 

32). W tego rodzaju supresorze 

podczas analizy anionów eluent 

(np. NaOH), zawierający jony analitu, 

płynie wewnątrz włókna kapilarnego, 

na zewnątrz którego w 

przeciwprądzie płynie kwas siarkowy. 

Jony sodowe opuszczają 

wnętrze kapilary poprzez kationowymienną 

ściankę a ich miejsce 

zajmuje odpowiednia liczba kationów wodorowych przenikających do wnętrza kapilary 

ze strumienia kwasu siarkowego. 

Oparte o tę samą zasadę współczesne supresory są zbudowane z płaskich, ułożonych 

wielowarstwowo membran co daje znacznie większą powierzchnię wymiany jonowej 

i większą wydajność supresji w stosunku do starszych supresorów kapilarnych. 

W kolejnej generacji supresorów membranowych tzw. autosupresorów do 

wytwarzania jonów wodorowych i wodorotlenowych wykorzystano procesy elektrodowe 

(18) i (19). Napięcie podane na elektrody wymusza odpowiedni ruch jonów, 

które są wymieniane między eluentem a regenerantem poprzez membranę w procesie 

elektrodializy (rysunek 33). W tego rodzaju supresorach jako regenerantów używa 

się: (i) czystej, dejonizowanej wody (autosupresja z zewnętrznym zasilaniem wodnym), 

(ii) roztworów kwasów (lub zasad) o odpowiednio dobranym składzie (supresja 

chemiczna bez podawania napięcia na elektrody), czy wreszcie (iii) fazy ruchomej, 

która opuściła już detektor konduktometryczny (autosupresja z zawracaniem 

eluentu). Obecnie produkowane supresory membranowe charakteryzują się małymi 

objętościami własnymi (cecha bardzo pożądana w HPICE), dużymi wydajnościami 

wymiany jonowej, szerokim zakresem możliwych do stosowania prądów, a także 

zwiększoną odpornością membran na rozpuszczalniki organiczne stosowane w 

MPIC. Poprawiona została również odporność membran na ciśnienia występujące 

podczas rozdziału chromatograficznego. Zastosowanie supresorów membranowych o 

dużej wydajności wymiany jonowej pozwoliło na wprowadzenie na szeroką skalę do 

chromatografii jonowej elucji gradientowej (gradient stężenia) bez potrzeby uciekania 

się do tzw. gradientu izoprzewodnościowego 13 czy równoważenia przewodnictwa. 

13 Skład eluentów mieszanych podczas wytwarzania gradientu jest tak dobrany, aby przewodność 

eluentu była stała.

36 

WSTĘP DO CHROMATOGRAFII JONOWEJ, ZASTOSOWANIA 

6. ZASTOSOWANIA 

Pełna prezentacja całej gamy zastosowań techniki chromatografii jonowej 

(HPIC, HPICE, MPIC) znacznie przekracza ramy tego opracowania. W możliwościach 

jakie niesie ze sobą ta metoda analityczna pozwala zorientować się przedstawiona 

poniżej lista procedur analitycznych zalecanych przez amerykańskie agendy 

rządowe, w których wykorzystywana jest metodyka chromatografii jonowej. Zestawienie 

to jest uzupełnione przez listę procedur analitycznych (not aplikacyjnych) 

wykorzystujących chromatografię jonową, proponowanych przez Dionex Co. 

Co warte zauważenia, zakres zastosowań chromatografii jonowej daleko wykracza 

poza związki, które w potocznym rozumieniu zwykło się uważać za jonowe. 

Agencja Ochrony Środowiska (EPA) 

Metoda Tytuł Metody Analit Matryca 

200.10 Determination of Trace Elements in Marine 

Cd 2+ , Co 2+ , Cu 2+ , 

Waters by On-Line Chelation Precon- 

Pb 2+ , Ni 2+ , VO 2+ , 

centration and Inductively Coupled Plasma VO 2+ 2+ 

2 , UO 2 

Mass Spectrometry. 

200.13 Determination of Trace Elements in Marine 

Waters by Off-Line Chelation Preconcentration 

with Graphite Furnance Atomic 

Absorption. 

218.16 Determination of Dissolved Hexavalent 

Chromium in Drinking Water, Ground 

Water, and Industrial Waste Water Effluents 

by Ion Chromatography. 

300.0 The Determination of Inorganic Anions in 

Water by Ion Chromatography. 

300.1 The Determination of Inorganic Anions in 

Water by Ion Chromatography. 

300.6 Chloride, Orthophosphate, Nitrate, and 

Sulfate in Wet Deposition by Chemically 

Suppressed Ion Chromatography. 

300.7 Dissolved Sodium, Ammonium, Potassium, 

Magnesium, and Calcium in Wet 

Deposition by Chemically Suppressed Ion 

Chromatography. 

7199 Determination of Hexavalent Chromium in 

Drinking Water, Groundwater, and Industrial 

Waste Water Effluents by Ion Chromatography. 

Cd 2+ , Co 2+ , Cu 2+ , 

Pb 2+ , Ni 2+ 

CrO 4 

2– 

Br – , Cl – , F – , NO 2 – , 

NO 3 – , PO 4 3– , SO 4 2– , 

ClO 2 – , ClO 3 – , BrO 3 

– 

Br – , Cl – , F – , NO 2 – , 

NO 3 – , PO 4 3– , SO 4 2– , 

ClO 2 – , ClO 3 – , BrO 3 

– 

Cl – , PO 4 3– , NO 3 – , 

SO 4 

2– 

Na + , NH 4 + , K + , 

Mg 2+ , Ca 2+ 

CrO 4 

2– 

9056 Anion Chromatography Method. Br – , Cl – , F – , NO – 2 , 

NO – 3 , PO 3– 2– 

4 , SO 4 

wody morskie, wody 

rzeczne, solanka 

wody morskie, wody 

rzeczne, solanka 

woda pitna, woda 

gruntowa, przemysłowa, 

woda odpadowa 


powierzchniowa, woda 

gruntowa, woda reaktorowa, 

ciała stałe, ługi 



gruntowa, woda reaktorowa, 

ciała stałe, ługi 

wody opadowe 

wody opadowe 


gruntowa, przemysłowa, 


spalone próbki stałe, 

wszystkie wody

WSTĘP DO CHROMATOGRAFII JONOWEJ, ZASTOSOWANIA 37 

Standard methods 


4110 Determination of Anions by Ion Chromatography. 

Br – , Cl – , F – , NO – 2 , 

NO – 3 , PO 3– 2– 

4 , SO 4 

woda powierzchniowa, 

woda gruntowa, ścieki 

wodne, woda pitna 

Agencja Standartów i Materiałów (ASTM) 


D2036-97 Cyianides in Water. cyjanki roztwory wodne 

D4327-91 Anions in Water by Chemically Suppressed 

Br – , Cl – , F – , NO – 2 , woda pitna, ścieki 

Ion Chromatography. 

NO – 3 , PO 3– 2– 

4 , SO 4 wodne 

D4856-90 Determination of Sulfuric Acid Mist in H 2 SO 4 

próbki powietrza 

the Workplace Atmosphere (Ion 

Chromatographic). 

D5085-90 Determination of Chloride, Nitrate, and Cl – , NO – 2– 

3 , SO 4 wody opadowe 

Sulfate in Atmospheric Wet Deposition 

by Chemically Suppressed Ion Chromatography. 

D5257-93 Dissolved Hexavalent Chromium in Water 


2– 

CrO 4 ścieki wodne, woda 


pitna 

Narodowy Instytut Bezpieczeństwa Pracy (NIOSH) 


S173 Formic acid. kwas mrówkowy próbki powietrza 

2008 Chloroacetic Acid. kwas chlorooctowy próbki powietrza 

3509 Aminoethanol Compounds II. etanoloamina, dietanoloamina, 


trieta- 

noloamina 

5022 Arsenic, organo-compounds. kwasy arsenoorganiczne 


6004 Sulfur Dioxide. SO 2– 2– 

3 , SO 4 próbki powietrza 

6005 Iodide I – próbki powietrza 

6011 Bromine and Chlorine Br – , Cl – próbki powietrza 

6701 Ammonia 

+ 

NH 4 próbki powietrza 

7604 Chromium, Hexavalent 

2– 

CrO 4 

7903 Acids, Inorganic Br – , Cl – , F – , NO – 3 , 

PO 3– 2– 

4 , SO 4 

Urząd Bezpieczeństwa Pracy (OSHA) 




ID-104 

2– 

Sulfur Dioxide in Workplace Amospheres SO 4 próbki powietrza 

(Bubbler). 

ID-108 Bromine in Workplace Atmospheres. Br – – 

, BrO 3 próbki powietrza 

ID-177 Iodide in Workplace Atmospheres. I – próbki powietrza 

ID-180 Phosphine in Workplace Atmospheres. 

3– 

PO 3 próbki powietrza 

ID-182 

– 

Nitric Dioxide in Workplace Atmospheres NO 2 próbki powietrza 

(IC). 

ID-188 Ammonia in Workplace Atmospheres- 

+ 

NH 4 próbki powietrza 

Solid Sorbent. 


ID-190 Nitric Oxide in Workplace Atmospheres. 

– 

NO 2 próbki powietrza

38 


ID-202 

Determination of Chlorine Dioxide in 

Workplace Atmospheres. 

ClO 2 

– 


Noty Aplikacyjne, noty uzupełniające i noty techniczne Dionex Co. 


AN2 Analysis of Nitrate and Sulfate Collected NO – 2– 

3 , SO 4 próbki powietrza 

on Air Filters. 

AN4 Analysis of Engine Coolants by Ion Chromatography. 

aniony i kationy roztwory chłodzące 

AN21 Organic Acids in Wine. kwasy: cytrynowy, wina 

winowy, mlekowy, 

maleinowy, bursztynowy, 

octowy, 

węglowy, fumarowy 

AN24 Determination of Formaldehyde as Formate 

mrówczany, octany, próbki powietrza 

Ion. 

Cl – , F – , 

AN25 Determination of Inorganic Ions and Organic 

Cl – , NO – 3 , PO 3– 4 , napoje bezalkoholowe 

Acids in Non-Alcoholic Carbonated SO 2– 4 , cytryniany, 

Beverages. 

kwasy: cytrynowy, 

maleinowy, malonowy, 

mrówkowy, 

pirogronowy, bursztynowy, 

Na + , NH + 4 , 

K + , Mg 2+ , Ca 2+ 

AN31 Determination of Anions in Acid Rain by Br – , Cl – , F – , NO – 2 , 

Ion Chromatography. 

NO – 3 , PO 3– 2– 

4 , SO 4 

AN36 Determination of Oxalate in Urine by Ion szczawiany mocz 


AN37 Determination of Iodide in Milk Products. I – , 

AN45 Fatty Acid Analysis. kwasy tłuszczowe emulsja wodna 

AN46 Ion Chromatography: A Versatile Technique 

cukry proste, dwu- 

piwo 

for the Analysis of Beer. 

cukry, kwasy orga- 

niczne, jony nieorganiczne 

AN51 Method for Determination of Anions in aniony nieorganiczne 

ług sodowy 

Sodium Hydroxide. 

AN53 

2– 

Method for the Determination of Trace SO 4 w ilościach solanka 

Sulfate in Brine. 

śladowych 

AN54 Determination of Sulfite in Food and Beverages 

by Ion Exclusion Chromatography 

with Pulsed Amperometric Detection. 

2– 

SO 3 żywność i napoje 

AN55 Determination of Metal Cyanides. cyjanki roztwory wodne 

AN56 Determination of Trace Anions and Key aniony, kwasy organiczne 

w ilościach 

Organic Acids in High Purity, Ammoniated, 

and Borated Waters Found in Steam śladowych 

Cycle Power Plants. 

woda obiegowa w 

energetyce 


AN61 Tobramycin in Pharmaceutical Formulations. 

tobramycyna farmaceutyki 

AN65 Analysis of Inositol Phosphates. fosforany płyny fizjologiczne 

AN66 Neomycin in Topical Lotions Polysaccharide 

Analysis: Maltodextrins, Dextrans. 

neomycyna, wielocukry 

płyny do przemywania 

ran


AN67 Polysaccharide Analysis: Maltodextrins, wielocukry 

Dextrans, Inulin and Other Oligosaccharides. 

AN69 Determination of Aluminum in Complex Al 3+ 

Matrices Using Chelation Ion Chromatography. 

AN70 Choline and Acetylcholine. cholina i acetylo- 

AN71 

AN72 

AN73 

AN75 

AN76 

AN77 

AN78 

AN79 

AN80 

AN81 

Determination of Polyphosphates Using 

Ion Chromatography with Suppressed 

Conductivity Detection. 

Determination of Trace Metals in Water 

Miscible Organic Solvents by Ion Chromatography/Inductively 

Coupled Argon Plasma 

Spectroscopy (IC/ICAP). 

Determination of Trace Transition Metals 

in Reagent-Grade Acids, Bases, and Salts 

Using Ion Chromatography/ Inductively 

Coupled Argon Plasma Spectroscopy 

(IC/ICAP). 

Determination of Trace Transition Metals 

in Reagent Grade Acids, Bases, Salts, and 

Organic. 

Solvents Using Chelation Ion Chromatography 

Elimination of Iron and Aluminum 

Interferences in Sample Matrices by Ion 

Chromatography/Inductively Coupled 

Argon Plasma Emission Spectroscopy 

(IC/ICAP). 

Elimination of Iron and Aluminum as 

Matrix Interferences for Determination of 

Transition Metals Using Chelation Ion 


Determination of Trace Anions in Concentrated 

Hydrofluoric Acid. 

Determination of Uranium and Thorium in 

Complex Matrices Using Chelation Ion 


Determination of Dissolved Hexavalent 

Chromium in Drinking Water, Ground 

Water, and Industrial Waste Water Effluents 


Determination of Oxyhalides and Other 

Anions by Ion Chromatography Using a 

Borate-Based Eluent. 

cholina 

polifosforany 

Cd 2+ , Co 2+ , Cu 2+ , 

Fe 2+ , Fe 3+ , Pb 2+ , 

Ni 2+ , Mn 2+ , Zn 2+ , 

VO 2+ 2+ 

, VO 2 w 

ilościach śladowych 

Cd 2+ , Co 2+ , Cu 2+ , 

Pb 2+ , Ni 2+ , Mn 2+ , 

Zn 2+ , Al 3+ w ilościach 


roztwory wodne, farmaceutyki 

roztwory wodne 

płyny fizjologiczne, 



woda, alkohole, acetonitryl 

roztwory zasad, kwasów 

i soli 

Cd 2+ , Co 2+ , Cu 2+ , roztwory zasad, kwasów 

Pb 2+ , Ni 2+ , i soli 

Mn 2+ , 

Zn 2+ , Al 3+ w ilościach 


Cd 2+ , Co 2+ , Cu 2+ , roztwory wodne o 

Zn 2+ , Al 3+ i żelaza 

Pb 2+ , Ni 2+ , Mn 2+ , dużej zawartości glinu 

Cd 2+ , Co 2+ , Cu 2+ , roztwory wodne o 

Al 3+ 

Fe 2+ , Fe 3+ , Pb 2+ , dużej zawartości glinu 

Ni 2+ , Mn 2+ , Zn 2+ , i żelaza 

Br – , Cl – , NO – 2 , kwas fluorowdorowy 

2– 

SO 4 w ilościach 


uran i tor złożone roztwory 

wodne 

CrO 4 

2– 

Br – , Cl – , F – , NO 2 – , 

NO 3 – , PO 4 3– , SO 4 2– , 

ClO 2 – , ClO 3 – , BrO 3 

– 


gruntowa, przemysłowa 


woda pitna 


AN82 Analysis of Fruit Juice Adulterated with cukry proste, kwasy soki owocowe 

Medium Invert Sugar from Beets. organiczne 

AN83 Size Exclusion Chromatography of Polysaccharides 

wielocukry roztwory wodne 

with Pulsed Amperometric 

Detection. 

AN85 Determination of Trace Anions in Isopropyl 

Br – , Cl – , NO – 2 , alkohol izopropylowy 

Alcohol. 

2– 

SO 4 w ilościach 

śladowych

40 


AN86 

AN87 

AN92 

AN93 

AN94 

Determination of Trace Cations in Power kationy w ilościach woda obiegowa w 

Plant Waters Containing Morpholine. śladowych energetyce 

Determination of Sugar Alcohols in Confections 

inozytol, ksylitol, solki owocowe 

and Fruit Juices by High- sorbitol, mannitol, 

Performance Anion Exchange Chromatography 

glikoza, fructoza, 

with Pulsed Amperometric Detec- 

sukroze, dulcytol, 

tion (HPAE-PAD). 

arabinoza, mannoza, 

The Determination of Sugars in Molasses 

by High-Performance Anion Exchange 

with Pulsed Amperometric Detection. 

Determination of Trace Anions in Concentrated 

Bases Using AutoNeutralization 

Pretreatment/Ion Chromatography. 

Determination of Trace Cations in Concentrated 

Acids Using AutoNeutralization 

Pretreatment/Ion Chromatography. 

ksyloza, galaktoza. 

cukry 

Br – , Cl – , NO – 3 , 

PO 3– 4 , SO 2– – 

4 , ClO 3 

, szczawiany w 


Li + , Na + , K + , Mg 2+ , 

NH + 4 , Ca 2+ , dietyloamina, 

trietyloamina 

w ilościach śladowych 

melasa 

stężone zasady 

stężone kwasy 

AN101 Trace Level Determination of Bromate in BrO – 3 , Cl – , Br – , woda pitna 

Ozonated Drinking Water Using Ion ClO – 2 , ClO – 3 , w 



AN104 Analysis of Personal Care Products by IC. aniony, kwasy organiczne 

środki higieny osobistej 

AN105 Glycosylation Analysis of Human Serum glikoproteiny, wielocukry 

Transferrin Glycoforms Using Pellicular 

Anion-Exchange Chromatography. 

serum, płyny fizjologiczne 

AN106 

Ion Chromatography in the Pharmaceutical 

Industry. 

Na + , NH + 4 , K + , 

Mg 2+ , Ca 2+ , kwasy 

organiczne 

AN107 Ions in Physiological Fluids. Li + , Na + , NH + 4 , K + , 

Mg 2+ , Ca 2+ , kwasy 

organiczne 

AN108 

AN109 

AN110 

Determination of Transition Metals in 

Serum and Whole Blood by Ion Chromatography. 

Determination of Glyphosate by Cation- 

Exchange Chromatography with Postcolumn 

Derivatization. 

Determination of Glutathione in Cultured 

Mammalian Cells with Integrated Amperometry. 

Zn 2+ , Co 2+ , Cu 2+ , 

Pb 2+ , Ni 2+ , Cd 2+ , 

Mn 2+ , Fe 3+ , Pb 2+ , 

Fe 2+ w ilościach 


glikofosforany 

glutation, glutation 

zredukowany 

roztwory farmaceutyków 

płyny fizjologiczne: 

mocz, plazma, serum 

serum 

płyny fizjologiczne 

płyn komórkowy 

AN112 Determination of Nitrate and Nitrite in NO – – 

2 , NO 3 mięso 

Meat Using HPAE Chromatography 


AN113 Determination of Trace Anions in High Cl – , F – , NO – 2 , PO 3– 4 , ultra czysta woda 

Purity Waters by High Volume/Direct Br – , SO 2– 4 , szczawiany 

Injection IC. 

w ilościach 

AN 114 

AU101 

Determination of Trace Anions in High 

Purity Waters Using Direct Injection and 

Two-Step Isocratic IC. 

Transition Metals in Power Plant High 

Purity Water. 


Cl – , F – , NO – 2 , PO 3– 4 , 

Br – , SO 2– 4 , szczawiany 

w ilościach 


ultra czysta woda 

Cl – , F – , NO 2 – , PO 4 3– , 

Br – , SO 4 2– , szczaultra 

czysta woda


AU102 

AU103 

Trace Anions in Power Plant High Purity 

Water and Borated Water. 

Trace Anions in Power Plant High Purity 

Water. 

wiany w ilościach 


Cl – , F – , NO – 2 , PO 3– 4 , 


w ilościach 


Cl – , F – , NO – 2 , PO 3– 4 , 


w ilościach 


ultra czysta woda, 

woda obiegowa w 

energetyce 

ultra czysta woda 

AU106 Trace Calcium and Magnesium in Brine. Mg 2+ , Ca 2+ Cl – , F – , solanka 

NO – 2 , PO 3– 4 , Br – , 

SO 2– 4 , szczawiany 

w ilościach śladowych 

AU107 Direct Determination of Cyanide in Strongly 

cyjanki 

ługi 

Alkaline Solutions. 

AU109 Azole Corrosion Inhibitors. azolowe inhibitory rotwory wodne 

korozji elektrochemicznej 

AU111 Copper Gleam PCM or PC in LeaRonal 

Acid Copper Baths. 

kąpiele galwaniczne 

AU113 Determination of Silica. krzemiany roztwory wodne 

AU119 Phenols . fenole roztwory wodne 

AU121 Monovalent Cations in Explosives. kationy jednowartościowe 

materiały wybuchowe 

AU122 Determination of Iodide in Brine. I – solanka 

AU125 Monosaccharide Analysis of Serum. cukry proste serum 

AU126 Determination of Diethanolamine and dietyloamina, trietyloaminskiej 

ścieki z obróbki poler- 

Triethanolamine in Surface Finishing, 

Waste Water, and Scrubber Solutions. 

TN8 The Use of Concentrator Columns in IC. jony w ilościach roztwory wodne 


TN9 Conductivity Detection, Conductance 

Laws, and Electrolyte Equilibria. 

TN10 Determination of Transition Metals by Ion Cd 2+ , Co 2+ , Cu 2+ , roztwory wodne 


Pb 2+ , Ni 2+ w ilościach 


TN12 Methods Development Using Ion-Pair 

Chromatography with Suppressed Conductivity 

Detection. 

TN16 

Eluent Preparation for First Generation 

Dionex Columns. 


TN19 Gradient Elution in Ion Chromatography: 

Anion Exchange with Conductivity Detection. 

TN20 Analysis of Carbohydrates by High- węglowodany roztwory wodne 

Performance Anion Exchange Chromatography 

with Pulsed Amperometric Detection 

(HPAE-PAD). 

TN23 Ion Chromatography of Lanthanide Metalsców 

kationy lantanow- 


TN24 Determination of Chromium by Ion Chromatography. 

2– 

CrO 4 roztwory wodne 

TN26 

2– 

Determination of Cr(VI) in Water, Waste CrO 4 roztwory wodne, ścieki 

Water, and Solid Waste Extracts. 

itp. 

Ca 2+

42 


TN27 

TN28 

TN29 

TN30 

TN36 

TN37 

TN39 

TN40 

TN41 

Determination of Lanthanide Metals in 

Digested Rock Samples by Chelation Ion 


Ion Chromatography/Inductively Coupled 

Argon Plasma (IC/ICAP): A New Technique 

for Trace Metal Determinations. 

Automated Sample Preconcentration of 

Metals in Drinking Water for Inductively 

Coupled Argon Plasma (ICAP) Spectroscopy 

Monosaccharide and Oligosaccharide 

Analysis of Glycoproteins Electrotransferred 

onto Polyvinylidene. 

Fluoride (PVDF) Membranes. 

Analysis of Exoglycosidase Digestions of 

N-Linked Oligosaccharides Using HPAE- 

PAD. 

lantanow- 

kationy 

ców 

metale 

glikoproteiny, cukry, 

wielocukry 

glikoproteiny, wielocukry 

rozpuszczone skały 


roztwory wodne, płyny 

fizjologiczne 


fizjologiczne 

Flow Control in the GP40. 

System Suitability with PeakNet Software 

for GLP Compliance. 

Glycoprotein Monosaccharide Analysis glikoproteiny, wielocukry 


Using HPAE-PAD. 

fizjologiczne 

Analysis of Sialic Acids Using High- N- i O- podstawione płyny fizjologiczne 

Performance Anion-Exchange Chromatography. 

kwasy neuroaminowe

WSTĘP DO CHROMATOGRAFII JONOWEJ, UZUPEŁNIENIA 43 

UZUPEŁNIENIA 

A. Elementy Teorii Chromatografii 

A.I. Podstawowe Wielkości 

Chromatogram stanowi graficzną reprezentację sygnału chromatograficznego. 

Składniki mieszaniny chromatografowanej, opuszczając kolumnę, są kolejno 

wykrywane przez detektor, a odpowiadające im pliki są rejestrowane w postaci 

chromatogramu (rysunek A1). 

tM 

Rys. A1. Parametry retencji 

tR 

t'R 

Różne substancje są rozdzielane 

na kolumnie chromatograficznej 

tylko wtedy gdy różnią 

się między sobą czasem przebywania 

w kolumnie. Czas 

upływający od zadozowania, po 

którym pojawia się maksimum 

piku rozpatrywanego składnika 

próbki nazywa się całkowitym 

czasem retencji t R . Zawiera on 

czas retencji substancji niezatrzymywanej 

przez kolumnę, 

zwany czasem martwym retencji t M . Przez zredukowany czas retencji t’ R rozumie 

się różnicę pomiędzy całkowitym czasem retencji a czasem martwym retencji. Niekiedy 

korzystne jest posługiwanie się objętościami retencji, które otrzymuje się mnożąc 

odpowiednie czasy retencji przez objętościowe natężenie przepływu fazy ruchomej 

(eluentu). 

Kształt piku chromatograficznego w pierwszym przybliżeniu opisywany 

krzywą Gaussa z reguły jednak nie jest idealny (rysunek A2). Prawie zawsze wykazuje 

on zniekształcenie, które można opisać równaniem (I). 

b 

AS = (I) 

a 

Rys. A2. Asymetria piku 

Przypadek odwrotny, to jest gdy A S jest 

mniejsze od jedności nazywany jest rozmyciem 

przedniej części piku (fronting). 

Za ogonowanie odpowiadają głównie procesy 

adsorpcyjne. Z rozmyciem przedniej 

części piku mamy do czynienia gdy faza 

stacjonarna nie zawiera dostatecznej ilości 

centrów adsorpcyjnych, stąd część cząsteczek 

(lub jonów) próbki pomija centrum 

piku. Praktycznie wymaga się od będących 

w użyciu kolumn separacyjnych aby A S

44 

WSTĘP DO CHROMATOGRAFII JONOWEJ, UZUPEŁNIENIA 

leżał w granicach od 0,9 do 1,2. Górną granicę A S pozwalającą jeszcze na wyodrębnienie 

piku stanowi liczba 2.5, powyżej której bardzo trudno jest znaleźć koniec piku. 

Przy porównywaniu wielkości retencyjnych (np. do celów analizy jakościowej) 

należy uwzględnić to, że piki powinny być możliwie symetryczne. Retencja tej 

samej substancji, gdy jej pik jest niesymetryczny, zmienia się w zależności od wielkości 

zadozowanej próbki. Im ta ilość jest większa tym krótszy jest czas retencji analitu. 

A.II. Parametry Jakości Rozdziału Chromatograficznego 

Rys. A3. Rozdzielczość. 

Celem każdego procesu 

separacyjnego jest otrzymanie odpowiedniej 

rozdzielczości to jest 

zdolności do oddzielenia składnika 

A od składnika B w procesie 

(rysunek A3) . 

Wykorzystując zmierzone 

wielkości retencyjne, można obliczyć 

niektóre wielkości charakteryzujące 

rozdział chromatograficzny. 

Jedną z nich jest stosunek 

podziału składnika chromatografowanego 

między fazę stacjonarną 

i ruchomą k’. 

t R 

A 

W A 

tB 

R 

W B 

t' 

R 

t 

k' 

= = 

t 

M 

R 

− t 

t 

M 

M 

(II) 

Wielkością, którą można bardzo łatwo wyznaczyć, a która zależy między 

innymi od rodzaju rozdzielanych substancji i od rodzaju fazy stacjonarnej, jest retencja 

względna α (selektywność). Określa się ją jako stosunek retencji dwu, zwykle 

trudno rozdzielających się substancji. Im bardziej α jest różne od jedności, tym 

lepiej dwie substancje się rozdzielają. 

Rozdzielczość R jest zwykle definiowana jako odległość pomiędzy maksymami 

pików podzielona przez średnią szerokość podstawy tych pików (patrz rysunek 

A3). 

A B 

t − t 

R = 

05 , 

R 

R 

( W + W ) 

A 

Piki są lepiej rozdzielone im większa jest wartość R. Gdy R jest równa lub większa 

od 1,5, piki są rozdzielone do linii podstawowej. 

B 

(III)


Rozdzielczość jest funkcją selektywności α, stosunku podziału k’ a także 

sprawności kolumny, wyrażoną przez liczbę półek teoretycznych N. 14 Liczbę półek 

teoretycznych można obliczyć z piku chromatograficznego według przybliżonego 

wzoru (IV) wyprowadzonego przy założeniu gaussowskiego (symetrycznego) kształtu 

piku: 

2 

⎛ t ⎞ 

R 

N = 5, 545 

⎜ 

⎝W 

⎟ 

(IV) 

12⎠ 

gdzie: W 1/2 jest szerokością piku w połowie jego wysokości. 

Liczba półek teoretycznych jest miarą dyspersji złoża fazy stacjonarnej. 

Czym mniejsza jest dyspersja złoża tym większa jest liczba N. Pokazuje ona jak dobrze 

kolumna jest pakowana. Innymi czynnikami determinującymi liczbę półek teoretycznych 

kolumny są: wielkość cząstek złoża, ich rozkład w objętości kolumny, 

oraz porowatość i przepuszczalność. 

Kolumny używane w chromatografii jonowej są pakowane złożami o różnej 

wielkości i charakterze cząstek (ziaren). Jedną z najważniejszych własności złoża 

jest wielkość cząstek, ponieważ ma ona bezpośredni wpływ na skuteczność kolumny. 

uogólniając, mniejszym wymiarom ziaren odpowiada większa skuteczność 

rozdziału. Występuje ona, dlatego że zastosowanie mniejszych cząstek wypełnienia 

zmniejsza drogę dyfuzji i minimalizuje dyspersję złoża. Także większa jednolitość 

wymiarów ziaren i ich upakowania zwiększa skuteczność rozdziału chromatograficznego. 

Zdefiniowaną wzorem (III) rozdzielczość R można wyrazić równaniem (V) 

uwzględniającym jej zależność od k’, α i N: 

k' 

2 

α − 1 

R = × × 

1 + k' 

α 

2 

N 

4 

(V) 

W tym wypadku k’ 2 wyraża stosunek podziału dla ostatniego eluowanego składnika. 

Do poprawienia rozdzielczości można dążyć wpływając na k’ poprzez zwiększenie 

siły elucji fazy ruchomej. W metodzie HPIC osiąga się to zwiększając stężenie 

i siłę jonową roztworu. Postępowanie takie jest jednak ograniczone pojemnością 

kolumny i detektora, a także (w przypadku IC z detekcją konduktometryczną) pojemnością 

(lub prądem) supresora. Innym sposobem jest zwiększenie liczby półek 

teoretycznych (N), zastosowanie kolumny dłuższej (lub dwu kolumn szeregowo), 

zwiększa to jednak czas analizy. W przypadku kolumn wypełnionych ziarnami większymi 

niż 10 µm, skuteczne bywa też zmniejszenie prędkości przepływu eluentu. 

Ostatnim sposobem zwiększenia rozdzielczości jest zwiększenie selektywności (α). 

W tym celu należy wybrać inną kolumnę, lepiej dopasowaną do danego problemu 

analitycznego lub zmienić skład eluentu na inny. 

14 Pojęcie półki teoretycznej wprowadzono przez analogię do procesu destylacji. Liczba półek teoretycznych 

odpowiada liczbie osiągniętych stanów równowagi pomiędzy stężeniami składnika chromatografowanego 

w fazie ruchomej i stałej. Wysokość równoważna półce teoretycznej H (wysokość 

półki) jest najmniejszą długością odcinka kolumny, w której osiąga się ten stan.

46 

WSTĘP DO CHROMATOGRAFII JONOWEJ, UZUPEŁNIENIA 

B. Analiza jakościowa 

Parametry retencji, takie jak zredukowany czas retencji, są wielkościami charakteryzującymi 

substancje i mogą być użyte do ich identyfikacji. Porównuje się 

przy tym czas retencji chromatografowanej substancji z czasem retencji piku wzorca. 

W jednakowych warunkach (rodzaj kolumny, wypełnienie, temperatura, skład i 

prędkość przepływu eluentu) substancja chromatografowana ma zawsze takie same 

parametry retencji. 

Identyfikacja poszczególnych substancji możliwa jest metodą rzeczywistego 

czasu retencji, w której piki identyfikuje się w zakresie założonej tolerancji standardowego 

czasu retencji. Przy stosowaniu metody rzeczywistego czasu retencji, identyfikacji 

dokonuje się przy spełnieniu poniższej nierówności: 

t − t < T 

(VI) 

S 

i 

gdzie: t S oznacza standardowy czas retencji piku, który ma być identyfikowany, t i 

zmierzony czas retencji piku identyfikowanego, T tolerancję czasu retencji piku. 

W metodzie względnego czasu retencji identyfikacja odbywa się poprzez 

korektę rozbieżności czasów retencji wywołanej zmianami warunków analizy. W tej 

pik odniesienia identyfikuje się zgodnie z nierównością (VI), natomiast pozostałe 

piki zostają zidentyfikowane przy spełnieniu poniższej nierówności: 

t 

S 

tSO 

− tZi 

× < T 

(VII) 

t 

gdzie: t S oznacza standardowy czas retencji piku identyfikowanego, t SO standardowy 

czas retencji piku odniesienia, t ZO zmierzony czas retencji piku odniesienia, t Zi zmierzony 

czas retencji piku identyfikowanego, T tolerancja czasu retencji piku identyfikowanego 

ZO 

C. Analiza Ilościowa 

Podobnie jak w innych rodzajach chromatografii kolumnowej, w chromatografii 

jonowej ilościową zawartość składnika w próbce oblicza się wykorzystując to, 

że ilość tego składnika jest proporcjonalna do powierzchni lub wysokości jego piku. 

Wysokość pików można wykorzystać do obliczeń pod warunkiem, że są one symetryczne. 

W celu analizy ilościowej wyników metodą wzorca zewnętrznego (kalibracji 

bezwzględnej), dozuje się ściśle określone ilości analitu (przy stałej objętości 

pętli dozowniczej są to próbki o ściśle określonym stężeniu). Zmierzone wartości 

pola piku substancji wykreśla się w funkcji stężenia zadozowanej substancji. Współczynnik 

korekcyjny k E 

jest współczynnikiem kierunkowym nachylenia prostej, określonej 

równaniem (VIII). 

A i 

= k E 

×C i 

(VIII)


gdzie A i 

pole powierzchni piku analitu w próbce wzorcowej [jednostki względne], 

C i 

stężenie analitu w próbce wzorcowej [jednostki stężenia], k E 

współczynnik korekcyjny. 

Tak obliczony współczynnik korekcyjny k E 

wykorzystuje się przy obliczaniu 

stężenia analizowanej substancji w badanej próbce. W tym celu posługując się wzorem 

(IX). 

AP 

CP 

= (IX) 

k 

gdzie C P stężenie analitu w badanej próbce, Ap pole powierzchni piku analitu. 

W celu analizy ilościowej metodą wzorca wewnętrznego, dodaje się przed 

pomiarem chromatograficznym do każdej z badanych próbek określone ilości substancji 

wzorcowej, innej niż substancja oznaczana. 

Substancja wzorcowa powinna spełniać następujące warunki: (i) być czysta i 

chemicznie stabilna w danych warunkach pomiarowych, (ii) eluować w pobliżu substancji 

oznaczanej, (iii) jej pik powinien rozdzielać się aż do linii bazowej od pików 

sąsiednich, (iv) mieć podobny stosunek odpowiedzi detektora do stężenia jak substancja 

oznaczana. 

Stężenie oznaczanej substancji oblicza się ze wzoru (X) 

E 

C 

P 

= 

A 

A 

P 

w 

× C 

× k 

w 

F 

(X) 

gdzie: C P 

stężenie analitu, A P 

powierzchnia piku analitu, C w 

stężenie substancji wzorcowej, 

A w 

powierzchnia piku substancji wzorcowej, k F 

współczynnik korekcyjny, 

wyznaczony ze wzoru (X) dla uprzednio przygotowanych próbek mieszanin wzorcowych 

(analit / substancja wzorcowa) o znanym składzie. 

Metodę dodatku substancji oznaczanej stosuje się w chromatografii wtedy, 

gdy występują problemy z rozdziałem sygnału analitu od sygnałów wnoszonych 

przez inne składniki analizowanej mieszaniny. Wykonanie oznaczenia polega na 

chromatografowaniu próbki badanej i próbki z dodaną dokładnie znaną ilością danego 

związku, w takich samych warunkach pomiarowych. 

Stężenie analitu oblicza się ze wzoru (XI) 

C 

P 

C 

= AP 

× ∆ ∆A 

(XI) 

gdzie: ∆C oznacza dodaną ilość związku, ∆A przyrost pola powierzchni piku odpowiadający 

dodanej ilości związku.

48 

WSTĘP DO CHROMATOGRAFII JONOWEJ, LITERATURA 

LITERATURA 

„BETTER SOLUTIONS FOR FOOD AND BEVERAGE ANALYSIS” Dionex Corporation, Sunyvale 

1997. 

Andrzej Gierak, „ANALIZA ANIONÓW NIEORGANICZNYCH W WODZIE. CHROMATOGRAFIA 

JONOWYMIENNA.” VIII Ogólnopolskie Seminarium Chromatograficzne Nauka - 

Przemysł. Metody chromatograficzne w analizie żywności i środowiska.” W-14, 

UMCS Lublin 1997. 

Rajmund Michalski, „20 LAT CHROMATOGRAFII JONOWEJ” Chemik 11,298, 1996. 

„NOMENKLATURA CHROMATOGRAFICZNA” Polskie Towarzystwo Chemiczne, Warszawa 

1996. 

Walenty Szczepaniak, „METODY INSTRUMENTALNE W ANALIZIE CHEMICZNEJ” PWN, 

Warszawa 1996. 

Helwig Schäfer, Markus Läubli, Roland Dörig, „ION CHROMATOGRAPHY” Metrohm 

AG, Herisau 1996. 

Krzystof Kulisa, Rajmund Dybczyński, Halina Polkowska-Motrenko, „BADANIE 

ZJAWISKA PRZEŁADOWANIA KOLUMNY I JEGO WPŁYWU NA JAKOŚĆ WYNIKÓW ANALI- 

TYCZNYCH W PROCESIE OZNACZANIA ANIONÓW ZA POMOCĄ CHROMATOGRAFII JONÓW” 

Raporty IChTJ. Seria B nr 5/96. 

Zygfryd Witkiewicz, „PODSTAWY CHROMATOGRAFII”, WNT, Warszawa 1995. 

Rajmund Michalski, „OZNACZANIE NIEORGANICZNYCH JONÓW W WODACH MINE- 

RALNYCH” Gaz, Woda i Technika sanitarna, 9, 310, 1995. 

Joachim Weiss, „ION CHROMATOGRAPHY” VCH, Weinheim 1995 

„PORADNIK CHEMIKA ANALITYKA” WNT, Warszawa 1994. 

Rajmund Michalski, „OZNACZANIE WYBRANYCH NIEORGANICZNYCH JONÓW W PO- 

WIETRZU I WODZIE TECHNIKĄ CHROMATOGRAFII JONOWEJ” Praca doktorska. Instyt 

Podstaw Inżynierii Środowiska PAN, Zabrze 1993. 

„GLOSARIUSZ TERMINÓW STOSOWANYCH W FOTOCHEMII” Polskie Towarzystwo Chemiczne, 

Wrocław 1992. 

Paul R. Haddad, Peter E. Jackson, „ION CHROMATOGRAPHY, PRINCIPLES AND 

APPLICATIONS” (Journal of Chromatography Library, volume 46) Elsevier, Amsterdam, 

1990. 

„SYMBOLE I TERMINOLOGIA WIELKOŚCI I JEDNOSTEK STOSOWANYCH W CHEMII 

FIZYCZNEJ” Polskie Towarzystwo Chemiczne, Ossolineum Wrocław 1989.

WSTĘP DO CHROMATOGRAFII JONOWEJ, LITERATURA 49 

Roy D. Rocklin, „CONDUCTIVITY AND AMPEROMETRY. ELECTROCHEMICAL DETECTION 

IN LIQUID AND ION CHROMATOGRAPHY” Dionex Corporation, Sunyvale 1989. 

Douglas T. Gjerde, James S. Fritz, „ION CHROMATOGRAPHY” Dr. Alfred Hüthig 

Verlag, Heidelberg 1987. 

John Barltrop, John Coyle, „FOTOCHEMIA PODSTAWY” PWN 1987. 

„GLOSARIUSZ TERMINÓW STOSOWANYCH W FIZYCZNEJ CHEMII ORGANICZNEJ” Polskie 

Towarzystwo Chemiczne, Wrocław 1983. 

„ZBIÓR WIELKOŚCI I FIZYKOCHEMICZNYCH” PWN, Warszawa 1974.

WstÄp do chromatografii jonowej - Instytut Chemii i Techniki JÄ drowej

Create successful ePaper yourself

Delete template?

Save as template?

WstÄp do chromatografii jonowej - Instytut Chemii i Techniki JÄdrowej