Pokaż cały numer - Farmaceutyczny Przegląd Naukowy

Farm Przegl Nauk, 2009,2
ne lipidy A tetra- lub pentaacylowane o kącie nachylenia
mniejszym niż 25° całkowicie tracą swoje właściwości toksyczne.
Zależność funkcji biologicznych oligosacharydu
rdzeniowego od stopnia jego
ufosforylowania
W strukturze LPS ufosforylowany może być nie tylko lipid
A, lecz także oligosacharyd rdzeniowy. Niektóre bakterie
Gram-ujemne posiadają region heptozowy oraz Kdo (kwas
3-deoksy-d-mannooktulozonowy) podstawione w pozycji
7 fosforanem lub jego pochodnymi, najczęściej fosfoetanoloaminą
lub pirofosforanem. U meningokoków stwierdzono
zróżnicowanie immunotypowe, bowiem niektóre z nich
posiadają przy C3 lub C6 dystalnej heptozy (HepII) fosfoetanoloaminę
(PEtn), a u innych brak tego podstawnika
[18]. W pozycji C6, rzadziej C7, komponentu oligosacharydowego
LPS bakterii Campylobacter jejuni Aspinall i wsp.
[40] zidentyfikowali PEtn związaną z proksymalną resztą
heptozową (HepI). Również u Erwinia carotovora występuje
jednostka HepI monofosforylowana w pozycji C4 [41].
LPS Klebsiella pneumoniae serotypu C3 posiada ubogo
ufosforylowany rdzeń oligosacharydowy, a w serotypie C1
zamiast reszty fosforanowej występuje kwas galakturonowy
[37]. Gatunki Pectinatus cerevisiiphilus i P. frisingensis
syntetyzują wyjątkową strukturę sacharydową – ufosforylowaną
glukozoaminę przyłączoną do C4 Kdo [10]. LPS
z ufosforylowanym Kdo w pozycji C5 zidentyfikowano
również u Vibrio cholerae, Bacteroides gingivalis i Bordetella
pertussis [42-44]. W endotoksynach Haemophilus ducreyi
obecny jest monofosforylowany Kdo [45].
Nie wyjaśniono jeszcze w pełni wpływu ufosforylowania
komponenty oligosacharydowej LPS na aktywność biologiczną
tych biomolekuł. Według Helander’a i wsp. [46]
obecne w Kdo podstawniki fosforanowe mogą działać jak
sygnały indukujące lub inhibujące Kdo-transferazy i heptozylotransferazy.
Ponadto z fosforanami mogą łączyć się
kationy Mg 2+ i Ca 2+ warunkując strukturalną i funkcjonalną
integralność błony zewnętrznej. Ufosforylowana część
rdzeniowa endotoksyny bakterii Helicobacter pylori ma
natomiast znaczenie w wiązaniu lamininy, glikoproteiny
występującej w błonach komórkowych makroorganizmów.
Proces ten jest istotny w inicjowaniu kolonizacji śluzówki
żołądka przez te bakterie i prawdopodobnie wiąże się
z wpływem LPS na prawidłowe oddziaływanie białek błony
podstawnej komórek, a tym samym słabszym wiązaniem lamininy
z jej receptorem w nabłonku żołądka [3].
Łukasiewicz i wsp. [30] zasugerowali, że w warunkach
in vivo rdzeń oligosacharydowy Plesiomonas shigelloides
typu S zawierający, zamiast reszty fosforanowej, kwas galakturonowy,
może wykazywać zdolność do dezagregacji
i mniej efektywnej neutralizacji komórki bakteryjnej przez
organizm gospodarza, co teoretycznie przekłada się na
wyższą toksyczność tych mikroorganizmów.
40
Piśmiennictwo
1. Rietschel ETh, Wollenweber HW, Brade H, Zahringer U,
Lindner B, Seydel U, Bradaczek H, Barnickel G, Labischinski
H, Giesgrecht P, Structure and Conformation of
the Lipid A Component of Lipopolisaccharides, Handbook
of Endotoxin, Elsevier, Science Publishers 1984, 187-219.
2. Łukasiewicz J, Ługowski C. Biologiczna aktywność lipopolisachrydu.
Post Hig Med Dośw 2003; 57: 33-53.
3. Różalski A. Lipopolisacharyd bakterii Gram-ujemnych –
struktura chemiczna, aktywność biologiczna i znaczenie w
chorobotwórczości. (II) Budowa chemiczna a funkcja biologiczna
LPS. Post Mikrobiol 1995; 3 (XXXIIV): 317-33.
4. Saluk–Juszczak J, Wachowicz B. Aktywność prozapalna
lipopolisacharydu. Post Biochem 2005; 51: 280-5.
5. Lodowska J i wsp.: Heterogenność strukturalna lipidu A
bakterii Gram-ujemnych. Post Hig Med Dośw 2007; 61:
106-21.
6. Olsthroon MMA i wsp.: Identification of a novel core
type in Salmonella lipopolysaccharide. Complete structure
analysis of the core region of the lipopolysaccharide
from Salmonella enterica sv. arizonae O62. J Biol Chem
1998; 273: 3817-29.
7. Vinogradov EV i wsp.: The structures of the carbohydrate
backbones of the lipopolysaccharides from Escherichia
coli rough mutants F470 (R1 core type) and F576
(R2 core type). Eur J Biochem 1999; 261: 629-39.
8. Shashkov AS i wsp.: Structure of a 2-aminoethyl phosphate-containing
O-specific polysaccharide of Proteus
penneri 63 from a new serogroup O68. Eur J Biochem
2000; 267: 601-5.
9. Rosner MR i wsp.: Structure of the lipopolysaccharide
from an Escherichia coli heptose-less mutant. I. Chemical
degradations and identification of products. J Biol
Chem 1979; 254: 5906-17.
10. Helander IM i wsp.: Chemical structure of the lipid A
component of lipopolysaccharides of the genus Pectinatus.
Eur J Biochem 1994; 224: 63-70.
11. Holst O i wsp.: structural studies on the phosphate-free
lipid A of Rhodomicrobium vannielii ATCC 17100. Eur J
Biochem 1983; 137: 325-32.
12. Plötzt B i wsp.: Characterization of a novel lipid A containing
d-galacturonic acid that replaces phosphate residues.
The structure of the lipid A of the lipopolysacchride
from the hyperthermophilic bacterium Aquifex pyrophilus.
J Biol Chem 2000; 275: 11222-8.
13. Tanamoto K i wsp.: Biological properties of lipid A isolated
from Flavobacterium meningosepticum. Clin Diagn
Lab Immun 2001; 8: 522-7.
14. Choma A, Sowiński P. Characterization of Mesorhizobium
huakuii lipid A containing both d-galacturonic acid and
phosphate residues. Eur J Biochem 2004; 271: 1310-22.
15. Rosner MR i wsp.: Structure of the lipopolysaccharide
from an Escherichia coli heptose-less mutant. I. Chemical
degradations and identification of products. J Biol
Chem 1979; 254: 5906-17.
16. Alexander C, Zähringer U. Chemical structure of lipid
A – the primary immunomodulatory center of bacterial
lipopolysaccharides. Trends Glycosci Glyc 2002; 14:
69-86.