Pokaż cały numer - Farmaceutyczny Przegląd Naukowy

More documents

Recommendations

Info

Farm Przegl Nauk, 2009,2 Ryc. 3. Modyfikacje hydrofilowej komponenty lipidu A a aktywność biologiczna bakteryjnych endotoksyn, na przykładzie zmian strukturalnych w lipidzie A E. coli wraz ze współczynnikami określającymi stopień zmniejszenia aktywności zmodyfikowanego lipidu A w odniesieniu do jego kompletnej struktury [5,20] Fig. 3 The effect of modifications of hydrophylic part of lipid A on biological activity of bacterial endotoxins, as exemplified by E. coli lipid A structural changes with coefficients reflecting degree of a decrease of modified lipid A activity with reference to its whole structure uporządkowanie reszt acylowych w lipidzie A, co w efekcie modyfikuje właściwości biologiczne LPS. Bakterie Porphyromonas gingivalis, Rhodobacter sp. syntetyzują charakteryzujący się niewielką endotoksycznością lipid A o strukturze różniącej się od formy o „wzorcowej” aktywności jedynie podstawnikami fosforanowymi i acylowymi [29]. Jednak niektóre mikroorganizmy (Plesiomonas shigelloides, Rhodopseudomonas sphaeroides, Rhodobacter capsulatus) posiadają niewykazujący aktywności toksycznej lipid A o strukturze odpowiadającej temu komponentowi LPS u E. coli. Łukasiewicz i wsp. [30] sugerowali, że bakteria Plesiomonas shigelloides ma dużą zdolność indukcji cytokin, co może wynikać z difosforylowanej struktury lipidu A. Jednak przeczą temu wyniki ich późniejszych badań in vitro prowadzonych na zdefosforylowanej cząsteczce tego składnika LPS, bowiem nie potwierdziły wpływu ufosforylowania na powyższą formę aktywności biologicznej. Do nieaktywnych zaliczono również stosunkowo konserwatywną, difosforylowaną strukturę lipidu A bakterii Rhodopseudomonas sphaeroides [31] i Rhodobacter capsulatus [24]. Silipo i wsp. [32] wysunęli tezę o syntetyzowaniu przez bakterie nieufosforylowanego lipidu A o zmniejszonym stopniu zacylowania jako celowej strategii polegającej na łagodzeniu obrony makrooorganizmu. Bhat i wsp. [26] sugerują, że obecność podstawników fosforanowych w disacharydzie glukozoaminylowym jest dużo ważniejsza dla bakterii jelitowych niż innych, gdyż warunkuje ich żywotność, oraz wraz z resztami acylowymi determinuje właściwości toksyczne lipidu A oraz zdolność LPS do immunostymulacji w zainfekowanym makroorganizmie. Do grup fosforanowych lipidu A mogą być przyłączone dodatkowe podstawniki, np. etanoloamina (Etn), drugi fosforan (P), 4–aminoarabinoza (4-AraN), 4-amino-4-deoksy-l- 38 arabinopiranoza (l-Arap4N), d-arabinofuranoza (Araf), glukozoamina (GlcN) [33-35]. Prawdopodobnie mogą one wzmagać aktywność toksyczną LPS lub ją modyfikować. Vaara i wsp. [36] twierdzą, że kationowa 4-AraN wzmaga oporność przeciwko niektórym antybiotykom dzięki odpychaniu przez grupy fosforanowe czynników antymikrobiologicznych posiadających ładunek dodatni, np. polimyksynę B. Przy czym, oporność na ten antybiotyk jest proporcjonalna do liczby podstawionych 4-AraN grup fosforanowych w lipidzie A. Prowadząc badania nad LPS bakterii z rodzaju Pectinatus Helander i wsp. [37] początkowo sugerowali, że obecność niezestryfikowanego fosforanu w dystalnej GlcN jest istotna dla wiązania polimyksyny. Jednak ich teza, o oporności na ten antybiotyk mikroorganizmów (Bacteroides fragilis, Chromobacterium violaceum, Proteus mirabilis, Pseudomonas cepacia, mutanty pmr S. typhimurium) syntetyzujących lipid A pozbawiony tej grupy fosforanowej lub zawierający kationowe podstawniki, nie została potwierdzona w badaniach nad Pectinatus. Ich dalsze badania dowiodły jednak, że dodatnio naładowane podstawniki reszt fosforanowych w lipidzie A determinują reaktywność względem polimyksyny. Maskowanie grup fosforanowych skutkuje przesunięciem w kierunku kationowym ładunku pola elektrostatycznego w LPS, co nie sprzyja wiązaniu polimyksyny i w konsekwencji wpływa na wirulencję bakterii [37]. Lipid A Chromobacterium violaceum zawiera podstawione obie grupy fosforanowe - pierwszą glikozydowo GlcN, a drugą estrowo l-Arap4N [38]. Prawdopodobnie nadaje to specyficzność serologiczną lipidowi A. Pomimo, iż właściwości biologiczne tej cząsteczki nie zostały jeszcze w pełni zbadane, to sugeruje się jej znaczną aktywność, niższą jednak niż „aktywnych” form LPS. Krauss i wsp. [24]
Organizm stwierdzili, że podstawienie reszty fosforanowej etanoloaminą lub fosfoetanoloaminą zmniejsza toksyczność lipidu A. Przeczą temu jednak wyniki badań zawierającego te podstawniki LPS bakterii Rhodopseudomonas gelatinosa, które wykazały wysoką aktywność biologiczną tej endotoksyny [39]. Odzwierciedleniem przestrzennym struktury chemicznej lipidu A jest jej konformacja, która wpływa na właściwości biologiczne lipopolisacharydu. Struktura chemiczna o największej aktywności, czyli difosforylowany heksaacyl copyright © 2009 Grupa dr. A. R. Kwiecińskiego ISSN 1425-5073 Rodzaj podstawnika disacharydu w pozycji Aktywność biologiczna Literatura C4’ C1 Difosforylowane Agrobacterium tumefaciens -P -P wysoka [32] Bordetella pertussis -P -P średniowysoka [33] Bartonella henselae -P -P wysoka [47] Chlamydia trachomatis -P -P wysoka [48] Comamonas testosteroni -P -P wysoka [29] Escherichia coli -P -P wysoka [9] Erwinia carotovora -P -P wysoka [41] Haemophilus ducreyi -P -P wysoka [45] Haemophilus influenzae -P -P wysoka [46] Pseudomonas reactans -P -P brak danych [49] Yersinia pestis -P -P wysoka [35] Pectinatus frisingensis -P -P wysoka [10] Pectinatus cerevisiiphilus -P-l-Arap4N -P wysoka [10] Pseudomonas aeruginosa PA01 -P-l-Arap4N -P wysoka [51] Plesiomonas shigelloides -P-PEtn -P wysoka [30] Salmonella typhimurium -P-l-Arap4N -P wysoka [36] Moraxella catarrhalis -P -P-PEtn wysoka [52] Vibrio cholerae -P -P-PEtn brak danych [34] Campylobacter jejuni -P-PEtn -P-Etn wysoka [40] Chromobacterium violaceum -P-Arap4N -P-GlcpN średniowysoka [38] Klebsiella pneumoniae O3 -P-l-Arap4N -P-l-Arap4N wysoka [37] Rhodospirillum tenue 2761 -P-l-Arap4N -P-Araf wysoka [53] Rhodopseudomonas gelatinosa -P -P wysoka [39] Rhodobacter capsulatus -P-Etn -P-Etn niska [24] Porphyromonas gingivalis -P -P-Etn niska [21] Rhodopseudomonas sphaeroides -P -P niska [31] Monofosforylowane Neisseria gonorrhoeae -P - zredukowana [54] Shigella sonnei -P - brak danych [55] Mesorhizobium huakuii -P -GalA zredukowana [14] Bacteroides fragilis - -P zredukowana [22] Flavobacterium meningosepticum - -P niska [13] Leptospira interrogans - -PMe zredukowana [56] Marinomonas vaga - -P niska [23] Nieufosforylowane Aquifex pyrophilus -GalA - niska [12] Bacteroides intermedius - - niska [25] Bdellovibrio bacteriovorus -d-Manp -d-Manp niska [28] Francisella tularensis - - niska [27] Rhizobium etli -GalA - niska [57] Rhizobium leguminosarum -GalA - brak danych [26] Rhodomicrobium vannielii -d-Manp -d-GlcN niska [11] P – reszta fosforanowa, Etn – etanoloamina, PEtn – fosfoetanoloamina, d-GalpA – kwas d-galakturonowy, Arap4N–4-amino-4-deoksy-l-arabinopiranoza, Araf - arabinofuranoza, GlcpN – 2-amino-2-deoksy-d-glukopiranoza, d-Manp – d-mannopiranoza, Me – grupa metylowa, d-GlcN - d-glukozoamina, GalA - kwas galakturonowy Tabela I. Stopień ufosforylowania lipidu A i aktywność biologiczna bakterii Gram-ujemnych Table I. Phosphorylation degree of lipid A and biological activity of Gram-negative bacteria lipid A z asymetrycznie rozmieszczonymi podstawnikami acylowymi przybiera kształt stożkowaty, charakteryzujący się dużym kątem odchylenia szkieletu glukozoaminylowego od powierzchni tworzonej przez kwasy tłuszczowe (>45°). Taka konformacja lipidu A skutkuje silną indukcją IL-6 [17]. W monofosforylowanym lipidzie A kąt odchylenia jest mniejszy i cząsteczka występuje w bardziej cylindrycznej konformacji. Jest to związane z obniżeniem jej aktywności toksycznej, przejawiającej się w hamowaniu sekrecji IL-6 [5,17]. Łukasiewicz i Ługowski [2] twierdzą, że cylindrycz- 39
Page 1: copyright © 2009 Grupa dr. A. R. K
Page 4 and 5: Szanowni Państwo, Koleżanki i Kol
Page 6 and 7: Register at www.fip.org/istanbul200
Page 8 and 9: Farm Przegl Nauk, 2009,2 WSTĘP Nad
Page 10 and 11: Farm Przegl Nauk, 2009,2 Tabela I.
Page 12 and 13: Farm Przegl Nauk, 2009,2 torzy [9].
Page 14 and 15: Farm Przegl Nauk, 2009,2, 14-18 Cuk
Page 16 and 17: Farm Przegl Nauk, 2009,2 wyjaśnion
Page 18 and 19: Farm Przegl Nauk, 2009,2 Pochodne g
Page 20 and 21: Farm Przegl Nauk, 2009,2 alkoholowe
Page 22 and 23: Farm Przegl Nauk, 2009,2 diolu we k
Page 24 and 25: Farm Przegl Nauk, 2009,2, 24-27 1.
Page 26 and 27: Farm Przegl Nauk, 2009,2 na skróce
Page 28 and 29: Farm Przegl Nauk, 2009,2, 28-34 Dep
Page 30 and 31: Farm Przegl Nauk, 2009,2 Fig. 3. We
Page 32 and 33: Farm Przegl Nauk, 2009,2 DISCUSSION
Page 34 and 35: Farm Przegl Nauk, 2009,2 45. Hart J
Page 36 and 37: Farm Przegl Nauk, 2009,2 Wprowadzen
Page 40 and 41: Farm Przegl Nauk, 2009,2 ne lipidy
Page 42 and 43: Farm Przegl Nauk, 2009,2 49. Silipo
Page 44 and 45: Farm Przegl Nauk, 2009,2 Ryc. 1. Iz
Page 46 and 47: Farm Przegl Nauk, 2009,2 selekcjono
Page 48 and 49: Farm Przegl Nauk, 2009,2, 48-51 Rek
Page 50 and 51: Farm Przegl Nauk, 2009,2 wego (ang.
Page 52 and 53: Farm Przegl Nauk, 2009,2, 52-60 Bad
Page 54 and 55: Farm Przegl Nauk, 2009,2 niezawiera
Page 56 and 57: Farm Przegl Nauk, 2009,2 Tabela 1.
Page 58 and 59: Farm Przegl Nauk, 2009,2 H39 7,33 3
Page 60 and 61: Farm Przegl Nauk, 2009,2 Tabela 5.
Page 62 and 63: Farm Przegl Nauk, 2009,2 czy CYP2B1
Page 64 and 65: Farm Przegl Nauk, 2009,2 Ryc. 3. [n
Page 66 and 67: Farm Przegl Nauk, 2009,2 reduktazy
Page 68 and 69: Farm Przegl Nauk, 2009,2 12 godzina
Page 70 and 71: Farm Przegl Nauk, 2009,2 70 wym. Iz
Page 72: Farmaceutyczny PISMO POD PATRONATEM

Pokaż cały numer - Farmaceutyczny Przegląd Naukowy

You also want an ePaper? Increase the reach of your titles

Delete template?

Save as template?