Pokaż cały numer - Farmaceutyczny Przegląd Naukowy

More documents

Recommendations

Info

Farm Przegl Nauk, 2009,2 Wprowadzenie Lipopolisacharyd (LPS) jest jednym z najważniejszych składników strukturalnych zewnętrznej błony bakterii Gram -ujemnych. Uczestniczy bowiem w procesie komunikowania tych mikroorganizmów ze środowiskiem zewnętrznym [1]. Wpływa także na prawidłowe funkcjonowanie oraz przeżywalność komórek bakteryjnych chroniąc je przed działaniem kwasów żółciowych zainfekowanego makroorganizmu i hydrofobowych antybiotyków [2]. Ten heteropolimer, składający się z trzech połączonych kowalencyjnie komponentów strukturalnych: części O-swoistej, oligosacharydu rdzeniowego i lipidu A, odpowiedzialny jest za chorobotwórczość bakterii Gram-ujemnych. Stymuluje leukocyty i komórki śródbłonka, co powoduje uwolnienie licznych cytokin i mediatorów stanu zapalnego, m.in. interleukin (IL-1, IL-6, IL-8, IL-10), czynnika martwicy nowotworu (TNFα), produktów metabolizmu kwasu arachidonowego (prostaglandyny, leukotrieny), czynnika aktywującego płytki krwi, wolnych rodników tlenowych, nadtlenku wodoru i tlenku azotu [3-5]. Dla podkreślenia jego działań negatywnych nazwano go endotoksyną bakteryjną. Na aktywność biologiczną LPS wpływ ma przede wszystkim struktura chemiczna lipidu A, m. in. jego stopień ufosforylowania. Jednak grupy fosforanowe mogą też często występować w wewnętrznej części oligosacharydu rdzeniowego [6,7]. Nie można jednak wykluczyć podstawienia nimi reszt cukrowych w antygenie O [8]. Najczęstsze miejsca podstawienia fosforanami struktury LPS przedstawiono na ryc. 1. Zależność aktywności biologicznej lipopolisacharydu od jego struktury chemicznej Za wzorzec całkowitej aktywności biologicznej uznano lipid A wyizolowany z bakterii Escherichia coli. Jego szkielet cukrowy stanowi disacharyd d-glukozoaminylowy (GlcpN-β(1→6)-GlcpN) podstawiony dwiema grupami fosforanowymi. Jedna związana jest estrowo w pozycji 4’ Ryc. 1. Budowa chemiczna lipopolisacharydu [5] Fig. 1 Chemical structure of lipopolysaccharide [5] 36 (GlcNII) na końcu nieredukującym, a druga α-glikozydowo w pozycji 1 (GlcNI) końca redukującego. Do tego disacharydu przyłączone są cztery reszty acylowe w pozycjach 2, 3, 2’, 3’ oraz dwie kolejne będące podstawnikami kwasów tłuszczowych znajdujących się w pozycjach 2’ i 3’ GlcNII [5,9]. Jest to więc difosforylowany heksaacyl lipid A o asymetrycznym rozmieszczeniu kwasów tłuszczowych (ryc. 2). Bardzo podobną strukturą charakteryzuje się lipid A rodzaju Pectinatus, który także wykazuje pełną aktywność endotoksyczną [10]. Badania mające na celu ustalenie struktury chemicznej LPS syntetyzowanego przez różne bakterie Gram-ujemne, dowiodły, że odstępstwa od tej „wzorcowej” budowy wpływają na obniżenie aktywności biologicznej [11-14]. Pełną aktywność toksyczną wykazuje lipid A zawierający disacharyd heksozoaminylowy podstawiony asymetrycznie sześcioma resztami acylowymi [15,16]. Jest on 100-krotnie bardziej aktywny niż cząsteczka o pięciu lub siedmiu resztach acylowych (ryc. 2). LPS zawierający heksaacylowany lipid A jest łatwiej wiązany przez makrofagi niż endotoksyna o dwóch lub czterech resztach acylowych. Lipidowy komponent LPS podstawiony czterema kwasami tłuszczowymi jest prawie nieaktywny biologicznie, a deacylowany nie wykazuje żadnej aktywności w obronie przed leukocytami [3,5,17]. Na aktywność biologiczną lipidu A wpływ ma również asymetria podstawienia kwasami tłuszczowymi szkieletu cukrowego. Bakterie, których grupy acylowe w lipidzie A ułożone są symetrycznie, np. Chromobacterium violaceum, Neisseria meningitidis wykazują dużo mniejszą toksyczność niż struktury z niesymetrycznym rozmieszczeniem tych podstawników [2,17]. Wpływ stopnia ufosforylowania lipidu A na jego aktywność biologiczną O właściwościach biologicznych lipidu A stanowi nie tylko liczba, rodzaj oraz rozmieszczenie kwasów tłuszczowych, ale także ilość reszt fosforanowych. Holst i wsp. [11] twierdzą, że podstawniki fosforanowe szkieletu cukrowego
copyright © 2009 Grupa dr. A. R. Kwiecińskiego ISSN 1425-5073 Ryc. 2. Wpływ modyfikacji strukturalnych hydrofobowej składowej lipidu A na aktywność biologiczną bakteryjnych endotoksyn na przykładzie zmian strukturalnych w lipidzie A E. coli wraz ze współczynnikami określającymi stopień zmniejszenia aktywności zmodyfikowanego lipidu A w odniesieniu do jego kompletnej struktury [5,20] Fig. 2 The influence of structural modifications of hydrophobic part of lipid A on biological activity of bacterial endotoxins, as exemplified by E. coli lipid A structural changes with coefficients reflecting degree of a decrease of modified lipid A activity with reference to its whole structure lipidu A mogą pośrednio wpływać na rozpuszczalność LPS w układach wodnych, zwiększając tym samym jego toksyczność. Również Cox i wsp. [18] stwierdzili korelację między stopniem ufosforylowania lipidu A a jego aktywnością biologiczną. Nie tylko LPS bakterii E. coli [15], który uznaje się za „wzorcowy”, lecz także jego mutant K12, który jest odporny na peptydowy antybiotyk polimyksynę B, wykazuje dużą aktywność. Prawdopodobnie wiąże się to z występowaniem w lipidzie A tych drobnoustrojów znacznych ilości fosfoetanoloaminy. W lipidzie A Campylobacter jejuni zidentyfikowano aż trzy różne disacharydy heksozoaminylowe o dość niepospolitych strukturach. Jednak w każdym z nich zostały zachowane dwa podstawniki fosforanowe. Mimo różnic strukturalnych aktywność lipidu A tego patogenu jest porównywalna z aktywnością „wzorcowego” LPS. Wykazuje on w organizmie gospodarza letalność, pirogenność i lokalną nekrozę skórną [19]. Potwierdza to wpływ stopnia ufosforylowania lipidu A na jego aktywność biologiczną. Za słusznością powyższej tezy przemawiają również wyniki badań Rietschel’a i wsp. [20], według których, im mniej reszt fosforanowych zawiera lipid A, tym mniejszą wykazuje aktywność. Lipid A z monofosforylowanym przy C1 lub C4’ disacharydem heksozoaminylowym jest 100 razy mniej aktywny niż zawierający dwa takie podstawniki (ryc. 3) [3]. Także Kumada i wsp. [21] zauważyli, że wysoka aktywność LPS jest uwarunkowana lipidem A o strukturze difosforylowanej w pozycji 1 i 4’ cukru. Prowadząc badania na niepodstawionym w pozycji 4’ i monofosforylowanym przy C1 rdzenia heksozoaminylowego lipidzie A bakterii Porphyromonas gingivalis, stwierdzili jego niską endotoksyczność oraz pewną unikalną cechę biologiczną - indukcję mitozy w komórkach śledziony myszy niewrażliwych na endotoksynę. Niska chorobotwórczość cechuje też lipid A bakterii Marinomonas vaga lub Bacteroides fragilis, zawierający tylko glikozydowo związany fosforan w pozycji 1 [22,23]. Z tego względu LPS B. fragilis uznawany jest za antagonistę endotoksyny, co może mieć znaczenie przy opracowywaniu szczepionek. Według Krauss’a i wsp. [24] także brak grupy fosforanowej w pozycji 1, a jej obecność przy C4’ szkieletu disacharydowego lipidu A skutkuje obniżeniem toksyczności (Neisseria gonorrhoeae, Mesorhizobium huakuii). Nieufosforylowany i niewykazujący aktywności biologicznej lipid A syntetyzują m.in. bakterie Bacteroides intermedius, Rhizobium leguminosarum i Francisella tularensis [25-27]. Zależność aktywności biologicznej od stopnia ufosforylowania lipidu A została przedstawiona w tabeli I. Reszty fosforanowe, jako ujemnie naładowane podstawniki szkieletu cukrowego lipidu A, mogą mieć również wpływ na przyłączanie endotoksyny do białka wiążącego LPS (LBP, ang. LPS binding potein), które transportuje je do fosfolipidowej błony komórkowej zainfekowanego makroorganizmu [17]. Zastąpienie grup fosforanowych resztami α-d-mannopiranozowymi nie wpływa na właściwości fizykochemiczne, ale powoduje zmniejszenie aktywności endotoksycznej, przejawiającej się zahamowaniem indukcji cytokin oraz obniżeniem powinowactwa do receptorów LPS na komórkach ludzkich [17]. Schwudke i wsp. [28] twierdzą, że brak podstawników fosforanowych zmniejsza także 37
Page 1: copyright © 2009 Grupa dr. A. R. K
Page 4 and 5: Szanowni Państwo, Koleżanki i Kol
Page 6 and 7: Register at www.fip.org/istanbul200
Page 8 and 9: Farm Przegl Nauk, 2009,2 WSTĘP Nad
Page 10 and 11: Farm Przegl Nauk, 2009,2 Tabela I.
Page 12 and 13: Farm Przegl Nauk, 2009,2 torzy [9].
Page 14 and 15: Farm Przegl Nauk, 2009,2, 14-18 Cuk
Page 16 and 17: Farm Przegl Nauk, 2009,2 wyjaśnion
Page 18 and 19: Farm Przegl Nauk, 2009,2 Pochodne g
Page 20 and 21: Farm Przegl Nauk, 2009,2 alkoholowe
Page 22 and 23: Farm Przegl Nauk, 2009,2 diolu we k
Page 24 and 25: Farm Przegl Nauk, 2009,2, 24-27 1.
Page 26 and 27: Farm Przegl Nauk, 2009,2 na skróce
Page 28 and 29: Farm Przegl Nauk, 2009,2, 28-34 Dep
Page 30 and 31: Farm Przegl Nauk, 2009,2 Fig. 3. We
Page 32 and 33: Farm Przegl Nauk, 2009,2 DISCUSSION
Page 34 and 35: Farm Przegl Nauk, 2009,2 45. Hart J
Page 38 and 39: Farm Przegl Nauk, 2009,2 Ryc. 3. Mo
Page 40 and 41: Farm Przegl Nauk, 2009,2 ne lipidy
Page 42 and 43: Farm Przegl Nauk, 2009,2 49. Silipo
Page 44 and 45: Farm Przegl Nauk, 2009,2 Ryc. 1. Iz
Page 46 and 47: Farm Przegl Nauk, 2009,2 selekcjono
Page 48 and 49: Farm Przegl Nauk, 2009,2, 48-51 Rek
Page 50 and 51: Farm Przegl Nauk, 2009,2 wego (ang.
Page 52 and 53: Farm Przegl Nauk, 2009,2, 52-60 Bad
Page 54 and 55: Farm Przegl Nauk, 2009,2 niezawiera
Page 56 and 57: Farm Przegl Nauk, 2009,2 Tabela 1.
Page 58 and 59: Farm Przegl Nauk, 2009,2 H39 7,33 3
Page 60 and 61: Farm Przegl Nauk, 2009,2 Tabela 5.
Page 62 and 63: Farm Przegl Nauk, 2009,2 czy CYP2B1
Page 64 and 65: Farm Przegl Nauk, 2009,2 Ryc. 3. [n
Page 66 and 67: Farm Przegl Nauk, 2009,2 reduktazy
Page 68 and 69: Farm Przegl Nauk, 2009,2 12 godzina
Page 70 and 71: Farm Przegl Nauk, 2009,2 70 wym. Iz
Page 72: Farmaceutyczny PISMO POD PATRONATEM

Pokaż cały numer - Farmaceutyczny Przegląd Naukowy

You also want an ePaper? Increase the reach of your titles

Delete template?

Save as template?