Aktywność proliferacyjna i proapoptotyczna komórek limfoidalnych ...

484
M. Szczepański i wsp.
Aktywność proliferacyjna i proapoptotyczna komórek
limfoidalnych grudek chłonnych przerośniętego migdałka
gardłowego
MAREK SZCZEPAŃSKI 1 , ANNA GRYKO 1 , MONIKA KAMIANOWSKA 1 , JANUSZ DZIĘCIOŁ 2
Uniwersytet Medyczny w Białymstoku: 1 Klinika Neonatologii, kierownik: dr hab. med. M. Szczepański; 2 Zakład Anatomii Prawidłowej Człowieka,
kierownik: prof. dr hab. med. J. Dzięcioł
Aktywność proliferacyjna i proapoptotyczna komórek
limfoidalnych grudek chłonnych przerośniętego migdałka
gardłowego
Szczepański M. 1 , Gryko A. 1 , Kamianowska M. 1 , Dzięcioł J. 2
Uniwersytet Medyczny w Białymstoku: 1Klinika Neonatologii, e-mail:
szczepanski5@gazeta.pl; 2Zakład Anatomii Prawidłowej Człowieka
Układ immunologiczny człowieka rozpoznaje i eliminuje obce antygeny
dzięki obecności klonów komórek limfoidalnych, powstających w wyniku
indukcji procesów proliferacji po kontakcie z antygenem. Klony komórkowe,
które powstały na skutek mutacji somatycznych i nie rozpoznają
prawidłowo antygenu, są eliminowane na drodze apoptozy.
Celem pracy była ocena ekspresji wybranych białek uczestniczących
w proliferacji oraz białek proapoptotycznych w grudkach chłonnych
i przestrzeni międzygrudkowej migdałków gardłowych.
Materiał i metody. Badania histochemiczne wybranych białek proapoptotycznych
(p53, Bax) oraz markerów proliferacji (Ki-67, PCNA)
wykonano w tkance migdałków gardłowych uzyskanych w wyniku
adenoidektomii.
Wyniki. Największą aktywność proliferacyjną stwierdzono w centrach
rozrodczych grudek chłonnych, znacznie mniejszą w płaszczu
grudek i przestrzeni międzygrudkowej. Podobnie największą ekspresję
białek proapoptotycznych wykazano w centrach rozrodczych
grudek chłonnych migdałków, najmniejszą – w płaszczu grudki.
Wnioski. Duża aktywność proliferacyjna oraz ekspresja białek proapoptotycznych
w centrach rozrodczych grudek chłonnych świadczy
o dokonującej się selekcji nierozpoznawalnych klonów komórek
limfoidalnych powstałych w wyniku mutacji somatycznych.
Słowa kluczowe: komórki limfoidalne, aktywność proliferacyjna i
proapoptotyczna
Pol. Merk. Lek., 2008, XXV, 150, 484
Układ immunologiczny człowieka nie stanowi jednolitej struktury.
Jest rozsiany po całym organizmie, obecny we wszystkich
tkankach, układach i narządach [13, 24]. Choć wszystkie
komórki układu immunologicznego wywodzą się z pierwotnej
komórki macierzystej, to tworzone przez nie narządy
limfatyczne charakteryzuje duża różnorodność strukturalna i
czynnościowa. Pod względem funkcjonalnym narządy limfatyczne
dzieli się na pierwotne i wtórne. Pierwotne narządy
limfatyczne (wątroba płodowa, grasica, szpik kostny) są miejscem,
w którym następuje niezależne od antygenu różnicowanie
limfocytów [24, 34]. Wtórne narządy limfatyczne (węzły
chłonne, śledziona, układ immunologiczny błon śluzowych
i skóry) są miejscem kontaktu limfocytów z antygenem. Kontakt
ten staje się bodźcem stymulującym różnicowanie, dojrzewanie
i późniejszą reakcję pobudzeniową limfocytów, po
kolejnym kontakcie z antygenem.
Szczególne znaczenie ma układ immunologiczny błon śluzowych
i skóry. Rozproszone w błonach śluzowych i w warstwie
podśluzówkowej limfocyty, grudki limfatyczne samotne
i zorganizowane w skupiska, stanowią tkankę limfatyczną
związaną z błonami śluzowymi (mucosa-associated lympho-
The prolipherative and proapoptotic activity of limfoid
nodules cells in the hypertrophic pharyngeal tonsil
Szczepański M. 1 , Gryko A. 1 , Kamianowska M. 1 , Dzięcioł J. 2
Medical University of Białystok, Poland: 1 Department of Neonatology,
e-mail: szczepanski5@gazeta.pl; 2 Department of Human Anatomy
The human immune system recognize and eliminate strange antigens
by present of lymphoid cell clones, which to come into being in
consequence of clonal proliferation inducted by contact with the antigen.
The cell clones to be due to the somatic mutations and recognize
antigens incorrectly are eliminate by apoptosis.
The aim of the study was to estimation of expression of chosen
proliferative and proapoptotic proteines in lymphoid follicles and extrafollicular
region of pharyngeal tonsil.
Material and methods. Histochemical examination of chosen proapoptotic
(p53, Bax) and proliferative (Ki-67, PCNA) proteins in adenoidectomised
pharyngeal tonsil was done.
Results. The most greater proliferation activity was in the germinal
centers of lymphoid follicles, much less in the mantle zone and in
the extrafollicular region. Similarly, maximal expression of proapoptotic
proteins was in germinal centers of tonsil lymphoid follicles, the
least in the mantle zone.
Conclusions. The high proliferative and proapoptotic activity of lymphoid
follicles germinal centers to bear evidence of clonal selection
of undistinguished lymphoid cells to come into being by somatic mutations.
Key words: lymphoid cells, proliferative and proapoptotic activity
Pol. Merk. Lek., 2008, XXV, 150, 484
id tissue – MALT) [11, 34]. W obrębie MALT wyróżnia się
m.in. tkankę limfatyczną nosa i gardła (nose-associated lymphoid
tissue – NALT) [5, 11, 34].
Tkanka limfatyczna związana z jamą nosową i gardłem
jest zlokalizowana w miejscu szczególnym [11, 13, 31, 34].
To tutaj znajdują się początkowe, wspólne struktury układu
oddechowego i przewodu pokarmowego. W jamie nosowo-gardłowej
od pierwszych godzin życia dochodzi do licznych
kontaktów z obcymi dla ustroju antygenami pokarmowymi,
wziewnymi i bakteryjnymi. W tym szczególnym miejscu
w toku ewolucji ukształtowała się tkanka limfatyczna,
określana u człowieka jako pierścień Waldeyera [11, 16, 34].
Pierścień ten obejmuje: migdałek gardłowy, językowy i nagłośniowy,
migdałki podniebienne, trąbkowe i krtaniowe oraz
pojedyncze grudki chłonne zlokalizowane pod nabłonkiem
błony śluzowej jamy nosowo-gardłowej [4, 31, 34]. Podstawową
strukturę migdałka tworzą grudki chłonne oddzielone
przestrzenią międzygrudkową.
Przestrzeń międzygrudkowa (grasiczozależna) migdałków,
bogata w naczynia żylne o charakterystycznym wysokim
śródbłonku (HEV), jest zdominowana przez limfocyty T

Aktywność proliferacyjna i proapoptotyczna komórek limfoidalnych grudek chłonnych przerośniętego... 485
[3, 5, 29, 34]. Pozawłosowate naczynia żylne są miejscem
migracji limfocytów. Dzieje się tak m.in. dlatego, że HEVC
wykazują w sposób preferencyjny ekspresję cząsteczek adhezji
międzykomórkowej-1 (ICAM-1) oraz CD34, które łącząc
się odpowiednio z antygenem związanym z czynnością
limfocytów-1 (LFA-1) i L-selektyną, uczestniczą w procesie
migracji limfocytów przez ścianę HEV [17, 34]. Dziewicze
limfocyty T, migrując przez żylne naczynia pozawłosowate
do przestrzeni międzygrudkowej, kontaktują się z
obecnymi tu komórkami dendrytycznymi prezentującymi
antygeny. W wyniku złożonych interakcji, w których poza
antygenem związanym z cząsteczkami MHC (prezentowanym
przez komórki dendrytyczne) oraz receptorem TCR
(obecnym na limfocytach) uczestniczą liczne cząsteczki
kostymulujące komórek dendrytycznych i odpowiadające im
ligandy na limfocytach (odpowiednio np.: CD40-CD40L, LFA-
3-CD2, CD80-CD28, CD86-CD28, ICAM-1-LFA-1), dochodzi
do stymulacji limfocytów, które od tej chwili będą rozpoznawały
antygen [17, 34]. Część aktywowanych, proliferujących
i różnicujących się limfocytów opuszcza migdałek,
stając się komórkami efektorowymi lub komórkami pamięci.
Inne zaś aktywowane w migdałku limfocyty T zasiedlają
zewnętrzną część przestrzeni międzygrudkowej. W zewnętrznej
części tej przestrzeni obecne są również dziewicze
limfocyty B pochodzenia szpikowego, które migrując do
grudek chłonnych, ulegają wstępnej aktywacji w strefie grasiczozależnej
tkanki migdałka [17, 34].
W wyniku aktywacji limfocytów T w przestrzeni międzygrudkowej
(po kontakcie z antygenem) na ich powierzchni
pojawia się receptor CXCR5 dla chemokiny przyciągającej
limfocyty B [17]. Chemokina ta jest wytwarzana przez komórki
dendrytyczne grudek chłonnych. Limfocyty T wędrują
więc zgodnie z oddziaływaniem chemotaktycznym w kierunku
zewnętrznej części grudki. Aktywowane w przestrzeni
międzygrudkowej limfocyty B zaczynają proliferować w grudce
chłonnej, a na ich powierzchni pojawia się receptor CCR7
dla chemokiny wtórnych narządów limfatycznych (SLC) oraz
MIP-3 [6, 17]. Chemokiny te są wytwarzane głównie w przestrzeni
międzygrudkowej. W ten sposób, przemieszczając się
zgodnie z gradientem chemotaksji, limfocyty T i B zbliżają
się do siebie na granicy grudki chłonnej. Oddziaływanie wzajemne
tych komórek zapoczątkowuje proces powstawania
ośrodków rozmnażania w grudce chłonnej.
Budowa grudki chłonnej zależy od stopnia jej pobudzenia
stymulującym antygenem. Spoczynkowa grudka wykazuje
dość równomierne wybarwienie jąder tworzących ją limfocytów
B [3, 17, 25, 29, 34]. W początkowym okresie pobudzenia,
w początkowej fazie tworzenia ośrodka rozmnażania
grudki chłonnej, w części centralnej pojawia się przejaśnienie
wynikające z występowania szybko proliferujących limfocytów,
których jądra zawierają luźno ułożoną chromatynę.
Strefę przejaśnienia grudki chłonnej otacza ciemno barwiący
się pas zagęszczenia [25, 33]. Pas ten stanowią głównie
limfocyty spoczynkowe, których jądra zawierają zbitą chromatynę.
Wraz z wydłużaniem czasu trwania pobudzenia budowa
grudki chłonnej staje się jeszcze bardziej skomplikowana.
Centralną część ośrodka rozmnażania tworzą intensywnie
proliferujące centroblasty, w których zachodzą mutacje
somatyczne w genach kodujących syntezę immunoglobulin
[10, 18, 22, 34, 36]. Celem tych mutacji jest wyklonowanie
populacji centroblastów swoiście rozpoznających antygen.
Fenotypowo centroblasty należą do limfocytów B IgM - IgD -
CD38 + CD77 + [9, 17, 25]. Duży potencjał proliferacyjny centroblastów
jest utrzymywany przez stałą stymulację oraz interakcje
z komórkami dendrytycznymi ośrodka rozmnażania
(GCDC). Centroblasty po serii mutacji somatycznych przestają
się dzielić i przemieszczają się ku obwodowi ośrodka
rozmnażania (tworząc strefę jasną) jako centrocyty [9, 17,
18, 25].
Gwarancją przeżycia centrocytów jest obecność na ich
powierzchni receptora BCR rozpoznającego swoiście an-
tygen, który zainicjował pobudzenie i tworzenie ośrodka
rozmnażania. Rozpoznanie przez komórki dendrytyczne
prawidłowego klonu limfocytów B staje się sygnałem do
przeżycia tego klonu limfocytów. Centrocyty mające fenotyp
IgM - IgD - CD38 + CD77 - wiążą immunoglobulinami powierzchniowymi
antygen prezentowany przez komórki dendrytyczne,
endocytują go, a następnie prezentują w połączeniu
z cząsteczkami MHC klasy II limfocytom T-pomocniczym
[6, 9, 17, 18, 26]. Obecne w części jasnej grudki
chłonnej limfocyty T odgrywają bardzo istotną rolę w dalszym
różnicowaniu i dojrzewaniu aktywowanych, swoiście
rozpoznających antygen centrocytów (limfocyty B). Interakcje
zachodzące między dwoma populacjami różnych
komórek limfoidalnych (limfocytem T-pomocniczym i limfocytem
B), rozpoznających swoiście ten sam antygen,
warunkują m.in. dalszą proliferację, przełączenie klas syntetyzowanych
przeciwciał limfocytów (z IgM na IgG) i powstawanie
limfocytów B pamięci oraz gwarantują przeżycie
[6, 17, 18, 34]. Wydzielane przez limfocyty T-pomocnicze
interleukiny (IL-2, IL-4, IL-5, IL-6, IL-10) wspomagają
rozwój odpowiedzi humoralnej i przyczyniają się do powstania
komórek plazmatycznych [17, 26].
Po 3-4 tygodniach od zainicjowania zjawisk obserwowanych
w centrach rozmnażania grudek chłonnych, wywołanych
stymulacją antygenową, grudki te ulegają zmniejszeniu [17,
25]. Pozostają w nich nieliczne, swoiste antygenowo blasty
limfocytów B, leżące w pobliżu komórek dendrytycznych swoiście
prezentujących antygen. Zapewnia to długotrwałą pamięć
immunologiczną. Limfocyty T-pomocnicze opuszczają
grudki chłonne i zasiedlają przestrzeń międzygrudkową [17].
Limfocyty B, opuszczając grudki, wędrują m.in. do nabłonka
krypt migdałowych, przestrzeni międzygrudkowej i błony śluzowej
układu oddechowego.
Wiele powstających w wyniku mutacji somatycznych klonów
komórkowych nie jest rozpoznawana jako prawidłowe
i ulega apoptozie. Indukcja apoptozy stymuluje wiele genów,
które kontrolują syntezę białek stymulujących lub hamujących
proces apoptozy. Szczególne znaczenie mają
geny rodziny Bcl-2 (B-cell lymphoma 2 genes) [8, 12, 23,
27, 32, 37]. Geny rodziny Bcl-2 kodują zarówno białka proapoptotyczne
(m.in. Bax, Bad, Bak, Bid, Bik, Bcl-X S), jak i
anty-apoptotyczne (m.in. Bcl-2, Bcl-w, Bcl-X L ) [8, 12, 23, 27,
32, 34].
Celem pracy była ocena ekspresji wybranych białek
uczestniczących w proliferacji oraz białek proapoptotycznych
w grudkach chłonnych i przestrzeni międzygrudkowej migdałków
gardłowych.
MATERIAŁ I METODY
Badania wykonano w tkance migdałków gardłowych uzyskanych
w wyniku adenoidektomii.
Badania histochemiczne ekspresji wybranych białek proapoptotycznych
p53 (upregulated modulator of apoptosis),
Bax (Bcl-2-associated X protein) oraz markerów proliferacji
Ki-67 (Kiel 67 protein) i PCNA (Proliferating Cell Nuclear Antygen)
w tkance migdałkowej wykonano w Zakładzie Anatomii
Prawidłowej Człowieka Uniwersytetu Medycznego w Białymstoku.
Zastosowano monoklonalne przeciwciała mysie firmy
DAKO (Dania). Wycinki do badań przygotowano zgodnie
z procedurą zalecaną przez producenta.
Uzyskane wyniki poddano analizie statystycznej metodą
analizy wariancji (test ANOVA). Wyniki zostały podane jako
wartość średnia (x) i odchylenie standardowe (sd). Przyjęto
następującą konwencję: p < 0,05 – istotność statystyczna
(*); p < 0,01 – duża istotność statystyczna (**), p < 0,001 –
bardzo duża istotność statystyczna (***). W celu wykazania
rzeczywistych różnic zastosowano test porównań wielokrotnych
Duncana.

486
Rys. 1. Ekspresja białka PCNA w jądrach komórek migdałka (pow. 400x)
Fig. 1. The expression of PCNA protein in nucleuses of tonsil cells (magnification,
400x)
Tabela 1. Ekspresja białek proliferacyjnych w grudkach i przestrzeni międzygrudkowej
migdałka gardłowego
Table 1. The proliferative proteins expression in the nodular and internodular
areas of pharyngeal tonsil
Centrum rozrodcze Płaszcz grudki Przestrzeń
grudki międzygrudkowa
PCNA 88,2±2,2% 21,6±8,3% 36,6±9,3%
Ki-67 83,5±5,3% 5,6±2,4% 10,7±5,9%
WYNIKI
Na rycinie 1 przedstawiono rozkład białek PCNA w grudce
chłonnej migdałka gardłowego. Wykazano zdecydowanie
największą ekspresję PCNA w centrach rozrodczych grudek
chłonnych, znacznie mniejszą zaś w płaszczu grudek i przestrzeni
międzygrudkowej. Różnice były znamienne statystycznie
(p < 0,001).
Bardzo podobny rozkład ekspresji jak w przypadku PCNA
uzyskano, oceniając ekspresję Ki-67. Rozkład ekspresji tego
niehistonowego białka w komórkach limfoidalnych tkanki migdałkowej
ilustruje rycina 2. Ekspresja Ki-67 była najsilniej
wyrażona w centrum rozrodczym grudki i różniła się znamiennie
statystycznie w porównaniu z ekspresją w płaszczu oraz
w przestrzeni międzygrudkowej.
W utkaniu migdałka gardłowego oceniono również ekspresję
białek proapoptotycznych: p53 oraz Bax. Największą ekspresję
białka p53 stwierdzono w centrach rozrodczych grudek chłonnych
migdałków, mniejszą w płaszczu grudki i w przestrzeni mię-
Ryc. 2. Ekspresja białka Ki-67 w jądrach komórek migdałka (pow. 200x)
Fig. 2. The expression of Ki-67 protein in nucleuses of tonsil cells (magnification,
200x)
M. Szczepański i wsp.
Ryc. 3. Ekspresja białka p53 w strukturach migdałka gardłowego (pow. 200x)
Fig. 3. The expression of p53 protein in the pharyngeal tonsil structure (magnification,
200x)
dzygrudkowej (ryc. 3). Ekspresja białka p53 w centrach rozrodczych
grudek chłonnych była największa i różniła się znamiennie
statystycznie (p < 0,001) w porównaniu z wynikami uzyskanymi
w płaszczu grudek i przestrzeni międzygrudkowej.
Rozkład białka Bax w poszczególnych strukturach migdałka
był podobny jak białka p53. Największą ekspresję Bax
wykazano w centrach rozrodczych grudek chłonnych, najmniejszą
w płaszczu grudek (ryc. 4). Różnice w ekspresji
białka były istotne statystycznie (p < 0,01).
OMÓWIENIE
Dominującą populacją komórkową tkanki migdałkowej są limfocyty
B CD19 + . Stanowią one 60-75% wszystkich komórek
[5, 20]. Limfocyty T CD3 + stanowią 25-35%, a makrofagi M13 +
5-8% [5].
Przerost migdałków charakteryzuje przede wszystkim
istotne zwiększenie elementów limfoidalnych, bez zwiększenia
elementów tkanki łącznej [19]. Wykazano, że u pacjentów
z idiopatycznym przerostem układu limfatycznego gardła
ośrodki rozmnażania grudek chłonnych mają znamiennie
większe rozmiary niż u chorych na nawracające zapalenia
migdałków [14, 35, 38]. Z drugiej zaś strony stymulacja
bakteryjna dwukrotnie zwiększa liczbę grudek chłonnych w
migdałkach w porównaniu z tymi, w których stwierdza się jedynie
przerost patologiczny bez nawracających infekcji [28].
W tkance migdałków pochodzącej od pacjentów z nawracającymi
infekcjami stwierdzono zwiększenie odsetka limfocytów
T CD3 + TCR w porównaniu z przerośniętymi migdałkami
[19]. Wykazano ponadto zwiększoną aktywność
apoptotyczną [19, 20].
W tkance migdałków przerośniętych stwierdzono znamienne
zwiększenie odsetka komórek tucznych, charakterystycznych
dla fazy późnej zapalenia [3, 21]. Zlokalizowane są one
głównie w przestrzeniach międzygrudkowych w pobliżu małych
naczyń żylnych oraz podnabłonkowo [3]. Komórki tuczne
uwalniają m.in. znaczne ilości IL-4, która zwiększa proliferację
limfocytów T i B, hamując jednocześnie apoptozę [19].
Tabela 2. Ekspresja białek proapoptotycznych w grudkach i przestrzeni
międzygrudkowej migdałka gardłowego
Table 2. The proapoptotic proteins expression in the nodular and internodular
areas of pharyngeal tonsil
Centrum rozrodcze Płaszcz grudki Przestrzeń
grudki międzygrudkowa
p53 75,6±32,1% 31,7±14,3% 28,3±13,3%
Bax 51,6±8,2% 16,0±3,4% 22,8±7,5%

Aktywność proliferacyjna i proapoptotyczna komórek limfoidalnych grudek chłonnych przerośniętego... 487
Ryc. 4. Ekspresja białka Bax w strukturach migdałka gardłowego (pow. 400x)
Fig. 4. The expression of Bax protein in the pharyngeal tonsil structure (magnification,
400x)
Wykazano, że komórki uwalniające IL-1 występują głównie
w nabłonku, a komórki uwalniające IL-2, IFN-, IL-4, IL-5,
IL-10 – w przestrzeni międzygrudkowej migdałków [1, 2].
Stan przewlekłej stymulacji układu limfatycznego gardła
zwiększa istotnie liczbę elementów limfoidalnych [19]. Ośrodki
rozmnażania grudek chłonnych mają większe rozmiary, a ich
liczba się zwiększa [14, 28, 35, 38]. Stwierdzono zwiększenie
odsetka makrofagów oraz migrujących przez naczynia
żylne neutrofilów i monocytów [1, 7, 29]. Ośrodki rozmnażania
wykazują cechy pobudzenia. Dobrym wykładnikiem ich
aktywności jest ocena w materiale tkankowym markerów proliferacji.
W materiale tym, uzyskanym w trakcie adenoidectomii,
oceniono ekspresję dwóch markerów proliferacji: białka
PCNA i Ki-67. Wykazano, że największą ekspresję obu białek
wykazują komórki ośrodków rozmnażania grudek chłonnych
(około 90%). Mniejszą ekspresję stwierdzono w płaszczu
grudki i w przestrzeniach międzygrudkowych. Identyczne
wyniki uzyskali Orui i wsp. oraz Yamanaka i wsp. [30, 36].
Ten rozkład ekspresji wynika z roli, jaką przypisuje się tym
białkom. PCNA występuje w dwóch formach. Jedna jest związana
z replikującym DNA (wzmaga aktywność polimerazy
DNA, naprawia DNA, współdziałając z polimerazą ), druga
jest rozpuszczona w nukleoplazmie. Ki-67 jest niehistonowym
białkiem uczestniczącym we wszystkich fazach proliferacji
(białko pomocnicze polimerazy II) komórek (G1, S, B2,
M) poza fazą G0. Podczas interfazy jest wykrywane tylko w
jądrze, w czasie mitozy większość białka przemieszcza się
na powierzchnię chromosomów.
Ciekawe spostrzeżenia zawarte są w pracy Yamanaki i
wsp. [36]. Autorzy ci oceniali zmienność wiekową ekspresji
m.in. Ki-67 w migdałkach, wykazując zmniejszanie się liczby
komórek proliferujących wraz z wiekiem [36]. Potwierdzili w
ten sposób fakt znacznej ekspresji Ki-67 w migdałkach badanej
grupy dzieci.
Ocenie poddano również ekspresję białek proapoptotycznych
w strukturach migdałka gardłowego, tzn. białka p53 oraz
Bax. Rozkład ekspresji obu białek był podobny. Największą
ekspresję wykazano w centrach rozrodczych grudek chłonnych,
mniejszą w płaszczu i przestrzeni międzygrudkowej.
Białko p53 jest czynnikiem transkrypcyjnym, strażnikiem integralności
genomu (selektywnie hamuje aktywność PCNA).
Może indukować proces apoptozy, zatrzymanie cyklu komórkowego
i naprawę błędu lub naprawę uszkodzonego DNA.
To właśnie p53 decyduje, jak duże są zmiany w komórce i
czy komórka jest w stanie naprawić te zmiany, czy też jedynym
wyjściem jest jej śmierć. Jeśli uszkodzenie DNA jest zbyt
duże, kieruje komórkę na tor apoptozy. Nieaktywne białko
Bax znajduje się w cytoplazmie. Z chwilą aktywacji apoptozy
przemieszcza się do zewnętrznej błony mitochondrialnej. Tu
ulega oligomeryzacji, tworząc kompleksy o dużej masie
cząsteczkowej. Kompleksy te tworzą kanały, przez które
uwalnia się do cytoplazmy cytochrom C oraz inne białka mitochondrialne
nasilające apoptozę. Duża aktywność obu białek
proapoptotycznych w centrach rozrodczych grudek chłonnych
świadczy o selekcji nierozpoznawalnych klonów komórek
limfoidalnych powstałych w wyniku mutacji somatycznych.
WNIOSKI
1. Największą aktywność proliferacyjną stwierdzono w centrach
rozrodczych grudek chłonnych, znacznie mniejszą
w płaszczu grudek i przestrzeni międzygrudkowej.
2. Największą ekspresję białek proapoptotycznych stwierdzono
w centrach rozrodczych grudek chłonnych migdałków,
najmniejszą w płaszczu grudki.
PIŚMIENNICTWO
1. Ågren K., Andersson U., Litton M. i wsp.: The production of immunoregulatory
cytokines is localized to the extrafollicular area of human tonsils.
Acta Otolaryngol. (Stockh.)., 1996, 116, 477-485.
2. Ågren K., Lindberg K., Samulesson A. i wsp.: What is wrong in chronic
adenoiditis/tonsillitis immunological factor. Int. J. Pediatr. Otorhinolaryngol.,
1999, 49, supl. 1, S137-S139.
3. Berger G., Ophir D.: Possible role of adenoid mast cells in the pathogenesis
of secretory otitis media. Ann. Otol. Rhinol. Laryngol., 1994, 103,
632-635.
4. Boenninghaus H.G.: Pierścień chłonny gardłowy (Waldeyera). Otolaryngologia,
1997, 246-249.
5. Boyaka P.N., Wright P.F., Marinaro M. i wsp.: Human nasopharyngealassociated
lymphoreticular tissues. Functional analysis of subepithelial
and intraepithelial B and T cells from adenoids and tonsils. Am. J. Pathol.,
2000, 157, 2023-2035.
6. Casamayor-Pallejà M., Mondière P., Verschelde C. i wsp.: BCR ligation
reprograms B cells for migration to the T zone and B-cell follicle sequentially.
Blood, 2002, 99, 1913-1921.
7. Choi G., Suh Y.L., Lee H.M. i wsp.: Prenatal and postnatal changes of
the human tonsillar crypt epithelium. Acta Otolaryngol., 1966, 523, supl.,
28-33.
8. Dożynkowa D., Filip A.: Endogenne białka przeciwdziałające apoptozie.
Post. Biol. Kom., 1999, 26, 561-578.
9. Feuillard S., Taylor J.D., Casamayor-Pallejà M. i wsp.: Isolation and characteristics
of tonsil centroblasts with reference to Ig class switching. Inter.
Immunol., 1995, 7, 121-130.
10. Forsgren J., Samuelson A., Borrelli S. i wsp.: Persistence of nontypeable
Haemophilus influenzae in adenoid macrophages: a putative colonization
mechanism. Acta Otolaryngol. (Stockh.), 1996, 116, 766-773.
11. Fujimura Y.: Evidence of M cells as portals of entry for antigen in the
nasopharyngeal lymphoid tissue of humans. Virchows Arch., 2000, 436,
560-566.
12. Gacko M., Trochimczuk A., Ostrowska H.: Udział enzymów proteolitycznych
w apoptozie. Post. Hig. Med. Dośw., 1998, 52, 601-619.
13. Gebert A., Pabst R.: M cells at locations outside the gut. Semin. Immunol.,
1999, 11, 165-170.
14. Gorfien J.L., Noble B., Brodsky L.: Comparison of the microanatomical
distributions of macrophages and dendritic cells in normal and diseased
tonsils. Ann. Otol. Rhinol. Laryngol., 2001, 110, 173-182.
15. Harada K.: The histopathological study of human palatine tonsils – especially
age changes. Nippon Jibiinkoka Gakkai Kaiho., 1989, 92, 1049-1064.
16. Hellings P., Jorissen M., Ceuppens J.L.: The Waldeyer's ring. Acta Oto-
Rhino-Laryngol. Belg., 2000, 54, 237-241.
17. Jakóbisiak M., Gołąb J.: Prezentacja antygenów limfocytom T. W: Immunologia.
Gołąb J., Jakóbisiak M., Lasek W. (red.). PWN 2002.
18. Klein U., Tu Y., Stolovitzky G.A. i wsp.: Transcriptional analysis of the B
cell germinal center reaction. Immunology., 2003, 100, 2639-2644.
19. López-González M.A., Diaz P., Delgado F. i wsp.: Lack of lymphoid cell
apoptosis in the pathogenesis of tonsillar hypertrophy as compared to
recurrent tonsillitis. Eur. J. Pediatr., 1999, 158, 469-473.
20. López-González M.A., Sánchez B., Mata F. i wsp.: Tonsillar lymphocyte
subsets in recurrent acute tonsillitis and tonsillar hypertrophy. Int. J. Pediatr.
Otorhinolaryngol., 1998, 43, 33-39.
21. Maciorkowska E., Kaczmarski M., Sulik M. i wsp.: Przerost układu chłonnego
gardła u dzieci. Pol. Merkuriusz Lek., 1998, 5, 335-337.
22. Martin C.A., Badrán A.F.: Ki-67 reactivity in cell membrane and cytoplazm
of tonsil krypt epithelial cells. Appl. Immunohistochem. Mol. Morph., 2001,
9, 185-186.
23. Martinez-Valdez H., Guret C., de Bouteiller O. i wsp.: Human germinal center
B cells express the apoptosis-inducing genes Fas, c-myc, p53, and Bax
but not the survival gene bcl-2. J. Exp. Med., 1996, 183, 971-977.
24. Melvold R.: Review of immunology. In: Allergic Diseasers Diagnosis and
Management. J.B. Lippincott Comp., Philadelphie 1993.
25. Modrzyński M., Zawisza E., Samolińska-Zawisza U.: Układ chłonny gardła
– ogólna charakterystyka. Nowa Medycyna – Rynoalergol. I, 1999, 1.

488
26. Modrzyński M., Zawisza E.: Komórkowe podstawy prawidłowej reakcji na
antygen w obrębie migdałków. Nowa Medycyna – Rynoalergol. I, 1999, 1.
27. Musiatowicz M., Hassman-Poznańska E., Musiatowicz B. i wsp.: The Bcl-
2 protein expression in germinal centres of hypertrophied adenoids in
children. Int. J. Pediatr. Otorhinolaryngol., 2003, 67, 1369-1373.
28. Olofsson K., Hellstrom S., Hammarstrom M.L.: Abundance of intraepithelial
gamma delta T cells in hypertrophic obstructive but not in chronically
infected adenoids. Clin. Exp. Immunol., 1996, 106, 396-403.
29. Olofsson K., Hellstrom S., Hammarstrom M.L.: The surface epithelium of
recurrent infected palatine tonsils is rich in gammadelta T cells. Clin. Exp.
Imunol., 1998, 111, 36-47.
30. Orui H., Yamakawa M., Imai Y.: Proliferation and apoptosis of follicular
lymphocytes: relationship to follicular dendritic cell-associated clusters.
Immunology, 1997, 90, 489-495.
31. Richardson M.A.: Sore throat, tonsillitis, and adenoiditis. Med. Clin. North.
Am., 1999, 83, 75-83.
32. Sulejczak D.: Apoptoza i metody jej identyfikacji. Post. Biol. Kom., 2000,
27, 527-568.
33. Tabe H., Kawabata I., Koba R. i wsp.: Cell dynamice in the germinal center
of the human tonsil. Acta Otolaryngol. (Stockh), 1996, supl., 523, 64-67.
M. Szczepański i wsp.
34. Van Kempen M.J.P., Rijkers G.T., Van Cauwenberge P.B.: The immune response
in adenoids and tonsils. Int. Arch. Allergy Immunol., 2000, 122, 8-19.
35. Yamamoto Y., Okato S., Takahashi H., Takeda K. i wsp.: Distribution and
morphology of macrophages in paleta tonsils. Acta Otolaryngol. (Stockh),
1988, 454, supl., 83-95.
36. Yamanaka N., Matsuyama H., Harabuchi Y. i wsp.: Distribution of lymphoid
cells in tonsillar compartments in relation to infection and age. A
quantitative study using image analysis. Acta Otolaryngol., 1992, 112,
128-37.
37. Yokoyama T., Tanahashi M., Kobayashi Y. i wsp.: The expression of Bcl-
2 family proteins (Bcl-2, Bcl-x, Bax, Bak and Bim) in human lymphocytes.
Immunol. Letters, 2002, 81, 107-113.
38. Zhang P.C., Pang Y.T., Loh K.S. i wsp.: Comparison of histology between
recurrent tonsillitis and tonsillar hypertrophy. Clin. Otolaryngol. Allied Sci.,
2003, 28, 235-241.
Otrzymano 12 kwietnia 2007 r.
Adres: Marek Szczepański, Klinika Neonatologii, Uniwersytet Medyczny, 15-665
Białystok, ul. M. Skłodowskiej-Curie 24a, tel. 085 7468498, faks 085 7468663,
e-mail: szczepanski5@gazeta.pl
Danube Teaching Course: Stwardnienie rozsiane, padaczka, bóle i zawroty głowy
07–09.05.2009 r. – Kazimierz Dolny
Miejsce konferencji:
Hotel ZAJAZD PIASTOWSKI
ul. Słoneczna 3, 24-120 Kazimierz Dolny
Organizator konferencji:
Biuro Kongresów SKOLAMED, PAIZ Konsulting sp. z o.o.
ul. Boczna Lubomelskiej 4, 20-070 Lublin
Telefon: 081 534 43 87, faks 081 534 71 50
e-mail: kongres@skolamed.pl; http://danube2009.skolamed.pl