Plankton i bentos - Agronomski fakultet - Sveučilište u Zagrebu

Agronomski fakultet 

Sveučilište u Zagrebu 

PLANKTON I BENTOS 

U KOPNENIM VODAMA 

Skripta za vježbe 

Doc. dr. sc. Piria Marina 

Zagreb, 2006

SADRŽAJ 

1. UVOD .....................................................................................................................................2 

2. PLANKTON.............................................................................................................................4 

2.1. Fitoplankton .....................................................................................................................5 

2.1.2. Metode uzorkovanja fitoplanktona ...........................................................................28 

2.1.2.1. Uzorkovanje u tekućim vodama........................................................................29 

2.1.2.1.1. Selekcija mjesta uzorkovanja ....................................................................29 

2.1.2.1.2. Metode uzorkovanja..................................................................................30 

2.1.2.2. Uzorkovanje u jezerima i stajaćim vodama .......................................................34 

2.1.2.2.1. Selekcija mjesta uzorkovanja ....................................................................34 

2.1.2.2.2. Metode uzorkovanja..................................................................................35 

2.1.2.3. Učestalost i vrijeme uzorkovanja fitoplanktona..................................................37 

2.1.3. Metode uzorkovanje perifitona.................................................................................37 

2.1.3.1. Uzimanje uzoraka sa prirodnih supstrata ..........................................................38 

2.1.3.2. Uzimanje uzoraka sa umjetnih supstrata ..........................................................39 

2.1.4. Laboratorijska obrada sakupljenih uzoraka ..............................................................41 

2.1.2.1. Kvantitativna analiza fitoplanktona....................................................................41 

2.1.4.2. Kvantitativna analiza perifitona .........................................................................46 

2.1.5. Odreñivanje biomase fitoplanktona..........................................................................48 

2.1.6. Odreñivanje saprobnog stanja vode ........................................................................51 

2.1.4. VJEŽBE - FITOPLANKTON ....................................................................................54 

Vježba 1: Upoznavanje sa glavnim skupinama fitoplanktonskih organizama..............55 

Vježba 2: Kvalitativno uzorkovanje i determinacija fitoplanktona................................60 

Vježba 3: Kvantitativno uzorkovanje i determinacija fitoplanktona..............................63 

Vježba 4: Uzorkovanje i determinacija perifitona .......................................................64 

Vježba 5: Pantle – Buckov indeks saprobnosti ..........................................................67 

Vježba 6: Klorofil a....................................................................................................69 

2.2. Zooplankton ...................................................................................................................71 

2.2.1. Izbor mjesta uzorkovanja zooplanktona ...................................................................73 

2.2.2. Metode uzorkovanja zooplanktona ..........................................................................74 

2.2.3. Odreñivanje biomase zooplanktona.........................................................................76 

2.2.4. Odreñivanje trofije vode pomoću planktonskih račića...............................................76 

2.2.5. Raznolikost zajednica..............................................................................................78 

2.2.5. VJEŽBE - ZOOPLANKTON.....................................................................................79 

Vježba 1: Prepoznavanje glavnih skupina zooplanktona............................................80 

Vježba 2: Kvalitativno uzorkovanje i determinacija zooplanktona...............................83 

Vježba 3: Kvantitativno uzorkovanje i determinacija zooplanktona.............................85

Vježba 4: Odreñivanje raznolikosti zajednica.............................................................86 

3. MAKROZOOBENTOS...........................................................................................................87 

3.1. Selekcija mjesta uzorkovanja..........................................................................................97 

3.2. Metode uzorkovanja .......................................................................................................97 

3.3. Procjena biomase bentosa ...........................................................................................102 

3.4. Odreñivanje kvalitete vode pomoću organizama indikatora ...........................................103 

3.4.1. Biološka procjena onečišćenja tekućih voda ......................................................103 

3.5. Raznolikost zajednica...................................................................................................106 

3.6. VJEŽBE - MAKROZOOBENTOS..................................................................................110 

Vježba 1. Uzimanje uzoraka bentosa i determinacija...............................................112 

Vježba 2. Odreñivanje mase i brojnosti vrsta...........................................................112 

Vježba 3: Biotički bodovni indeks ............................................................................113 

Vježba 4: Family biotic indeks.................................................................................116 

Vježba 5. Pantle – Buckov indeks saprobnosti ........................................................118 

Vježba 6. Indeks raznolikosti...................................................................................120 

Vježba 7: Simpsonov indeks raznolikosti.................................................................121 

Vježba 8: Shanen Wienerov indeks raznolikosti ......................................................122 

Vježba 9: Indeks sličnosti po Sorenesenu i Jaccardov indeks..................................123 

4. SEMINARSKI RADOVI........................................................................................................124 

5. LITERATURA......................................................................................................................127 

6. INDEKS ..............................................................................................................................130

1. UVOD 

Slatke vode naseljava veliki broj biljnih i životinjskih organizama, koji su usko 

vezani na odreñene životne prostore u kojima vladaju odreñeni ekološki uvjeti. 

Prema načinu života živi svijet u vodama dijelimo na nekoliko grupa: 

- Plankton- organizmi koji lebde u vodi i čija vlastita snaga nije dovoljna da se 

odupru strujanju vode 

- Nekton – snagom vlastitih mišića se mogu oduprijeti strujanju vode (ribe) 

- Neuston – naseljavaju područje napetosti mirnih voda 

- Perifiton – organizmi koji se prihvaćaju za razne predmete u vodi, kao i za 

biljke 

- Stigoritron ili psamon – zajednica organizama koji žive u području 1-4 m 

(intersticijal) od obale, a obala je redovito navlaživana vodom 

- Bentos – zajednica organizama koji naseljavaju bental 

U ovoj skripti proučavanja ćemo usmjeriti na plankton, u koji ćemo uvrstiti i sitnije 

perifitonske organizme i bentos. 

Plankton je jedna od najvažnijih grupa vodenih organizama. Sačinjavaju ga biljni i 

životinjski organizmi, koji su vidljivi najčešće pod lupom ili mikroskopom. Ti 

organizmi lebde slobodno u vodi ili bar aktivni dio svog životnog ciklusa provode 

na taj način. Planktonski organizmi crpe iz vodene sredine sve što im je za život 

potrebno, a isto tako ispuštaju u vodu produkte svog metabolizma. Plankton je 

jedan od odlučujućih faktora na temelju kojih možemo ocijeniti produktivnost 

neke vode. On reagira kvalitativno i kvantitativno na svaku promjenu hranidbene 

baze vodene sredine, a isto tako i na fizikalna i kemijska svojstva vode. U 

ribnjacima počevši od primarne produkcije preko fitoplanktona razvija se 

produkcioni lanac koji konačno dovodi do prirasta ribljeg mesa. Planktonski 

organizmi većinom nemaju posebne ureñaje za plivanje, a ako ih imaju, ti ureñaji 

nisu toliko snažni da bi se mogli suprotstaviti malo jačem gibanju vodene sredine. 

2

Bentos predstavlja zajednicu organizama, koji su vezani za podlogu, bilo obalu ili 

dno. Kretanje im je neznatno, a ovisnost o podlozi velika. Ona im služi ne samo za 

kretanje ili učvršćivanje, već i kao izvor hrane, mjesto za razmnožavanje, skrovište. 

Svaki raspoloživi supstrat može biti adekvatno stanište za bentos uključujući 

vodeno bilje, korijenje vodenog bilja i drveća, otpalo lišće i ostatke biljnog materijala, 

mulj, pijesak, obraštaj na kamenju, pa čak i predmeti koji se nalaze u vodi. Bentosni 

organizmi su vrlo važni u hranidbenoj mreži svih organizama koji žive u vodenom 

mediju, pa tako i riba. Mnoge vrste važne su za preradu organskog materijala i 

kruženje tvari u prirodi. Prisutni su u svim tipovima staništa, a reagiraju na širok 

spektar potencijalnih zagañivača vodenog medija. Zbog toga se bentos koristi i kao 

pouzdan pokazatelj kvalitete vode. Naime, promjene fizikalnih i kemijskih osobina 

mogu biti presudne za biomasu i biodiverzitet bentosa. Studije o varijabilnosti 

zajednica u rijekama pokazuju da fizikalne promjene i stres značajno utječu na 

strukturu zajednica koje ondje žive. 

3

2. PLANKTON 

Prema načinu života planktonske organizme možemo svrstati u dvije skupine: 

1. dolaze isključivo i sa odreñenom pravilnošću u vodenoj sredini kao njeni stalni 

stanovnici 

2. cijeli životni ciklus ili aktivni dio tog ciklusa provode u vodi dok razvojni stadiji 

ne moraju uvijek biti u vodi. 

Prema veličini plankton se dijeli na: 

- mezoplankton – organizmi veličine preko 500 mikrona, koji se vide prostim 

okom. Ovdje spadaju veći organizmi iz skupine Cladocera i Copepoda kao i 

neke kolonijalne alge 

- mikroplankton – organizmi čija se veličina kreće od 60-500 mikrona. Tu 

pripada većina planktonskih alga kao i sitniji planktonski organizmi 

životinjskog porijekla 

- nanoplankton – organizmi veličine 5-60 mikrona 

- filtroplankton – to su organizmi manji od 5 mikrona. To su u pravilu razne 

bakterije 

Prve dvije grupe planktona mogu se loviti pomoću planktonskih mreža, dok treća 

i četvrta grupa moraju biti filtrirani kroz guste filtere ili centrifugirani. 

Faktori koji utječu na kvalitativni i kvantitativni razvitak planktona su: 

- položaj vodene sredine u odnosu na djelovanje uvjeta 

- brzina protočnosti vode 

- gibanje vode pod utjecajem vjetrova 

- temperatura vode koja veoma snažno djeluje na brzinu razmnožavanja 

planktonskih organizama. Svaki organizam ima odreñeni termički optimum. 

Euritermični planktonski organizmi podnose široka kolebanja temperatura, za 

razliku od stenotermičnih čija tolerantna termička kolebanja nalaze se unutar 

uskih granica. 

4

- Svjetlo – je faktor neophodan za autotrofno bilje. Radi toga fitoplankton dolazi 

u pravilu u osvijetljenim dijelovima. Za razliku od njega zooplankton se sklanja 

od prejakog svjetla i preko dana se u pravilu povlači u dublje slojeve vode. 

- Fizikalni i kemijski faktori 

2.1. Fitoplankton 

Fitoplankton raste ciklično, u odreñenim periodičnim razmacima. Prva masovnija 

pojava fitoplanktona odvija se u proljeće pojavom jačeg sunčeva osvjetljenja. 

Životni ciklus svake vrste ovisan je o dostupnim hranjivima, stupnju termalne 

stratifikacije, prisutnošću zooplanktona, meñualgalnom kompeticijom i 

prisutnošću parazita (protozoa, gljiva, bakterija i virusa). Da bi dohvatile izvore 

hranjivih tvari, neke vrste mogu se kretati plivanjem ili mijenjati gustoću stanica 

koja im omogućava da dohvate nove izvore hranjiva. Druge vrste rastu brzo ili se 

odjednom razmnože masovno, kako bi se održale uslijed hranjenja 

zooplanktona. Ishrana zooplanktona algama, odgaña vrijeme maksimalne 

gustoće alga i može promijeniti sastav vrsta u korist nekih kojim se ostale vrste u 

hranidbenoj niši ne hrane, kao što su modrozelene alge. 

Holoplankton, jedan dio života provodi aktivno u planktonu (ostali dio provodi u 

sedimentu), uključuje alge kao što su diatome Aristonella, Fragilaria ili Tabellaria. 

One su dominantne u proljetnom periodu u mnogim produktivnim jezerima jer 

rastu brže nego ostale alge. Meñutim, ako se u jezeru razviju predatorne gljive, 

intenzivan rast zooplanktona ili protozoa, razvoj spomenutih diatoma bit će 

usporen. Usporen razvoj imat će i nakon termalne stratifikacije jer će nutrienti 

potrebni za njihov razvoj biti rjeñi u epilimnionu. 

Meroplankton, koji je samo povremeno prisutan u planktonu, uključuje diatome 

kao što je Melosira. U dimiktičkim jezerima prisutna je u velikom broju zimi. 

Nakon termičke stratifikacije, u jesen, žive stanice koje su preživjele u sedimentu 

jezera, dižu se na površinu i uzrokuju pojavu zimske populacije. Proljetnom 

5

termičkom stratifikacijom tone na dno i ostaje u sedimentu sve do jeseni. 

Meroplanktonske modrozelene alge mogu uzrokovati masovne pojave u toplim 

jezerima ljeti i u jesen. Tu se ubrajaju Aphanizomenon, Anabaena i Microcystis. 

One rastu sporije nego diatome na niskim temperaturama, ali pri višim 

temperaturama dijele se puno brže. One imaju sposobnost plutati na površini, pa 

na taj način zasjenjuju ostale alge koje bi mogle biti u kompeticiji. Mnoge 

modrozelene alge imaju sposobnost uzimati hranjiva koja se nalaze u niskim 

koncentracijama u vodi, kao što su fosfati ili amonijak. Nekoliko vrsta iz roda 

Aphanizomenon može fiksirati i atmosferski dušik. Ostale skupine alga nemaju tu 

sposobnost. Kako velike kolonije rastu brže nego jednostanične filamentne alge, 

tako one i nestaju brže. Vrlo brzo će nestati njihova masovna pojava ako nemaju 

nekog od potrebnih hraniva, pojavom parazitskih gljiva ili pojavom virusa. 

Dinoflagelati, kao što su Peridinium ili Ceratium, rastu najbrže ljeti i u jesen jer 

mogu aktivno plivati prema najprihvatljivijem izvoru svjetlosti i izvoru hranjiva. 

Ove alge su pozitivno fototaksične i mogu uzrokovati crveno smeñe prevlake na 

površini vode. Njihova populacija opasti će pojavom zooplanktona koji se njima 

hrane, kompeticijom ostalih alga ili mogućim nedostatkom hranjiva. 

Prostorna distribucija fitoplanktona je promjenjiva i važi za sve skupine alga. 

Osobine nekog jezera, kao što su boja, prozirnost, okus, biomasa zooplanktona 

ili ribe, ovisi o stupnju razvoja fitoplanktonskih vrsta u dotičnoj vodi. 

6

SISTEMATIKA 

Alge možemo sistematizirati na slijedeći način: 

Koljeno Razred 

Cyanophyta (=Cyanobacteria) 

Rhodophyta 

Heterokontophyta 

Haptophyta (=Prymnesiophyta) 

Cryptophyta 

Dinophyta 

Chlorophyta 

Chrysophyceae 

Parmophyceae 

Xanthophyceae 

Bacillariophyceae 

(=Diatomophyceae) 

Raphidophyceae 

Dictyochophyceae 

Phaeophyceae 

Prasinophyceae 

Chlorophyceae 

Ulvophyceae 

Cladophorophyceae 

Bryopsidophyceae 

Dasycladophyceae 

Trentepohliophyceae 

Klebsormidiohyceae 

Zygnematophyceae 

Charophyceae 

Boja algi varira od crvene do tamno ljubičaste, što je rezultat mješavine različitih 

pigmenata koji se nalaze u citoplazmi, povezani sa membranama, ili slobodno 

leže u vakuolama. Nazivi pojedinih odjela i klasa algi potiću od njihove boje: 

Cyanophyta (modrozelene alge), Rhodophyta (crvene alge), Chrysophyceae 

(zlatnosmeñe alge), Phaeophyceae (smeñe alge), Chlorophyta (zelene alge). 

Vrsta i kombinacija fotosintetskih pigmenata predstavljaju značajan taksonomski 

karakter: 

7

• Cyanophyta: klorofil a, fikocijanin, alofikocijanin, fikoeritrin, fikobilizomi, 

beta karoten, zeaksantin, ehinenon, kantaksantin, miksoksantofil, 

oscilaksantin. 

• Rhodophyta: klorofil a, fikocijanin, alofikocijanin, fikoeritrin, fikobilizomi, 

alfa i beta karoten, zeaksantin. 

• Chrysophyceae: klorofil a, c1, c2, beta karoten, fukoksantin. 

• Xanthophyceae: klorofil a, beta karoten, diatoksantin, diadinoksantin, 

voserijaksantin, heteroksantin. 

• Bacillariophyceae: klorofil a, c1, c2, c3, beta karoten, fukoksantin, 

diatoksantin, diadinoksantin. 

• Raphidophyceae: klorofil a, c1, c2, beta karoten, fukoksantin, 

diadinoksantin. 

• Dictiochophyceae: klorofil a, c2, beta karoten, fukoksantin. 

• Phaeophyceae: klorofil a, c1, c2, c3, beta karoten, violaksantin, 

fukoksantin. 

• Haptophyta: klorofil a, c1, c2, beta karoten, fukoksantin, diatoksantin, 

diadinoksantin. 

• Cryptophyta: klorofil a, c2, fikocijanin, alofikocijanin, alfa karoten, 

aloksantin. 

• Dinophyta: klorofil a, c1, c2, beta karoten, fukoksantin, diatoksantin, 

diadinoksantin, peridinin. 

• Chlorophyta: klorofil a, b, beta karoten, lutein, violaksantin, neoksantin. 

8

KOLJENO: CYANOPHYTA – MODROZELENE ALGE 

Koljeno Cyanophyta pripada carstvu Eubacteria, koji zajedno sa Arcahebacteria 

čine Prokaryota. Modrozelene alge se mogu razmnožavati samo nespolno. 

Koljeno Cyanophyta obuhvaća oko 150 rodova i 2000 vrsta koje žive u slatkim 

vodama i morima, na vlažnom tlu, kao i na ekstremnim staništima kao što su 

glečeri, pustinje i vrući izvori. Većina ovih algi živi u slatkim vodama. 

Modrozelene alge često se mogu naći u fitoplanktonu stajaćih ili sporotekućih 

voda. U umjerenim jezerima one stvaraju guste populacije tek nakon što doñe do 

stratifikacije vode krajem proljeća, kada se iznad hladne vode (hipolimnion) stvori 

sloj tople, manje guste vode (epilimnion). U kasno proljeće ili rano ljeto dolazi do 

rasta populacija filamentoznih formi, kao sto su vrste rodova Anabaena ili 

Aphanizomenon, dok se u ljeto javljaju kolonijalne vrste kao sto je Microcystis 

aeruginosa 

Slika 1. Aphanizomenon sp.(A), Anabaena sp. (B), i Mycrocystis sp.(C). 

Neke vrste, a posebno one koje sadrže plinske vakuole u svojoj stanici često 

stvaraju debeli sloj na površini jezera. Ovaj fenomen označava se kao “cvjetanje 

vode”. Crvena alga, Oscillatoria rubescens može obojiti vodu u krvavo crvenu 

boju u eutrofnim jezerima, što je zabilježeno u 19. stoljeću u Švicarskoj, u 

jezerima oko Alpa, kao rezultat zagañenja otpadnim vodama. Anabaena flos- 

aquae, i vrste roda Aphanizomenon (Slika 1a I 1b) uzrokuju cvjetanje u slatkim 

vodama. 

Anabaena flos-aquae i Aphanizomenon flos-aquae proizvode jake otrove 

(anatoksin i saksitoksin), koji spadaju u skupinu alkaloida. Microcystis aeruginosa 

(Slika 1c) uzrokuje nekrozu i hemoragiju jetre. Potrebno je istaknuti da su unutar 

. 

9

Slika 2. Oscillatoria sp. 

ovih vrsta toksični samo neki sojevi, dok u 

okviru vrste Anabaena flos-aquae različiti 

sojevi proizvode različite tipove toksina 

(anatoksin a, b, c). U plitkim vodama oko 

rubova zagañenih jezera i kanala 

sedimenti su često prekriveni debelim 

slojem bentosnih, filamentoznih 

modrozelenih algi, posebno iz roda 

Oscillatoria (Slika 2). 

U gornjem dijelu morske zone plime i oseke često postoji tamna horizontalna 

traka na stijenama koju stvaraju EPILITSKE modrozelene alge. Ovdje spadaju 

vrste rodova Gloeocapsa i Pleurocapsa (Slika 3). 

Slika 3. Gloeocapsa sp. (a) i Pleurocapsa sp. (b) 

Tamo gdje su stijene od krečnjaka ili krede, modrozelene alge žive većinom 

unutar stijena, jer neke vrste mogu prodrijeti u kalcij karbonat. Ove vrste se 

nazivaju ENDOLITSKE alge. U koraljnim grebenima može se naći endolitska 

vrsta Mastigocoleus testarum. Ova alga fiksira atmosferski N2 pomoću 

heterocista i na taj način obogaćuje oligotrofne ekosisteme koraljnih grebena. 

10

KLASIFIKACIJA 

Modrozelene alge se dijele na razrede: 

- Chroococcophyceae 

- Chamaesiphonophyceae 

- Hormogoniophyceae 

Razred Hormogoniophyceae obuhvaća najveći broj vrsta, a diferencira se na 

četiri reda : Stigonematales, Mastigocladales, Nostocales i Oscillatoriales. 

Razred:Chroococcophyceae 

Red: Chroococcales 

Obuhvaća slijedeće rodove: Cyanothece, Aphanothece, Merismopedia (Slika 

4a), Chroococcus (Slika 4b), Gloeocapsa (Slika 3a), Microcystis (Slika 1c). 

Slika 4. Merismopedia sp. (a) i Chroococcus sp.(b). 

Red: Chamaesiphonales 

Predstavnici: Chamaesiphon (Slika 5) 

Slika 5. Chamaesiphon sp. 

11

Red: Pleurocapsales 

Predstavnici: rod Cyanocystis, Pleurocapsa 

Razred: Hormogoniophyceae 

Red: Oscillatoriales 

Predstavnici: rod Oscillatoria (Slika 6a), rod Lyngbia (Slika 6b), rod Microcoleus 

(Slika 6c) 

Slika 6. Oscillatoria sp. (a), Lyngbia sp. (b) i Microcoleus sp. (c). 

Red: Nostocales 

Predstavnici: Nostoc sp. (Slika 7), Anabaena sp. (Slika 8), Aphanizomenon sp. 

(Slika 9), Scytonema sp., Rivularia sp. 

Slika 7. Izgled kolonije modrozelene alge - Nostoc sp 

12

Red: Stigonematales 

Predstavnik: Stigonema 

Slika 8. Vrste roda Anabaena 

Slika 9. Aphanizomenon flos-aquae 

13

KOLJENO: RHODOPHYTA – CRVENE ALGE 

Crvene alge žive većinom u morima, a samo nekoliko vrsta nalazi se u slatkim 

vodama. 

KOLJENO: HETEROKONTOPHYTA 

CHRYSOPHYCEAE – ZLATNOSMEðE ALGE 

Opisano je više od tisuću vrsta u oko 200 rodova. One su uglavnom ograničene 

na slatkovodna staništa, a samo nekoliko vrsta nañeno je u brakičnim vodama i 

moru. Slatkovodne vrste naročito su zastupljene u oligotrofnim jezerima (slabo 

kiselim do neutralnim). Kao dio morskog nanoplanktona ove alge igraju značajnu 

ulogu u primarnoj produkciji. 

Klasifikacija zlatnosmeñih algi izvršena je na osnovi pet različitih tipova stanične 

grañe. Ova podjela je nepotpuna jer je npr. flagelatni tip organizacije često 

filogenetski heterogen. Izdvojeno je sedam redova u okviru razreda 

Chrysophyceae: 

PARMOPHYCEAE 

o Ochromonadales (jednostanični i kolonijalni bičaši), 

o Mallomonadales (bičasi sa kremenim segmentima - Synura), 

o Pedinellales (jednostanični bičaši sa radijalnom simetrijom), 

o Chrysamoebidales (ameboidne alge), 

o Chrysocapsales (želatinozne), 

o Chrysosphaerales (kuglaste), 

o Phaeothamniales (nitaste i talusne). 

Ove alge su značajna komponenta nanoplanktona (plankton promjera 2-20 um) u 

antarktičkim vodama i subarktičkom dijelu Pacifika. 

14

XANTHOPHYCEAE 

Poznato je oko 600 vrsta unutar 100 rodova. Jednostanične i kolonijalne vrste su 

dio fitoplanktona jezera i ribnjaka, a rjeñe ih nalazimo u morima. Neke vrste su 

prilagoñene životu u čistim vodama, dok vrste roda Ophiocytium naseljavaju 

zagañene vode. 

Ove alge rijetko rastu u većim skupinama, a iznimka su vrste roda Tribonema i 

Vaucheria. 

Tribonema (Slika 10) se nalazi u jezerima za hladnijeg dijela godine (brojne su u 

močvarama s dosta ptičjeg izmeta). Vrste roda Vaucheria (Slika 11) žive u 

vlažnoj zemlji, slatkim i boćatim vodama gdje formiraju baršunaste naslage 

(stabilizacija sedimenta). 

Ovaj razred obuhvaća slijedeće redove: 

- Chloramoebales 

- Rhizochloridales 

- Heterogloeales 

- Mischococcales 

- Tribonematales 

- Botrydiales 

- Vaucheriales 

Slika 10: Tribonema sp. 

15

Slika 11: Vaucheria sp. 

BACILLARIOPHYCEAE 

Bacillariophyceae obuhvaćaju oko 250 rodova s više od 100 000 vrsta (najčešće 

alge u prirodi). Ove alge naseljavaju vrlo različita staništa. Podnose temperature 

izmeñu 0-50 °C, a optimum je u borealnoj zoni (10-20° C) . Preferiraju područja 

slabijeg intenziteta osvjetljenja. U proljeće i jesen dostižu najveću gustoću 

populacija. Česte su i u vodama bogatim željezom. 

16

Klasifikacija prema van de Hoek et al. 1995. godine obuhvaća: 

1. red Pennales (bilateralna simetrija) 

2. red Centrales (radijalna simetrija) 

Najčešći predstavnici slatkih voda su: Melosira (Slika 12), Cyclotella (Slika 13), 

Stephanodiscus, Fragillaria, Synedra (Slika 14), Asterionella (Slika 18), 

Tabellaria (Slika 16), Diatoma (Slika 15), Coconeis (Slika 17), Gomphonema, 

Navicula, Cymbella, Pinnularia, Nitzschia, Surirella… 

Slika 12. Melosira varians 

Slika 13. Cyclotella 

comensis 

Slika 14. Synedra ulna Slika 15. Diatoma vulgare 

Slika 16. Tabellaria fenestrata Slika 17. Coconeis sp. 

17

Slika 18. Asterionella Formosa 

RAPHIDOPHYCEAE 

Ove alge su slatkovodni i morski organizmi koji su svrstani u devet rodova. 

Slatkovodne vrste nastanjuju uglavnom kiselije vode, dok morske, kao sto je npr. 

rod Fibriocapsa uzrokuje tzv. “crvenu plimu” tj. masovno cvjetanje čija toksičnost 

pravi probleme u uzgoju riba. 

18

DICTIOCHOPHYCEAE 

Nazivaju ih fosilnim silikoflagelatima jer su poznati od prije 120 miliona godina. 

Naseljavaju hladna mora ili umjerena u hladnije doba godine (njihova prisutnost u 

sedimentu je dobar indikator temperature!) 

PHAEOPHYCEAE 

Sve vrste su višestanične bentosne morske alge, osim predstavnika rodova 

Pleurocladia, Lithoderma i Bodanella koje žive u slatkim vodama. 

Razred Phaeophyceae koja obuhvaća oko 1500-2000 vrsta iz oko 265 rodova i 

14 redova, naseljava iste prostore kao i crvene alge. U sjevernom Atlantiku i 

Pacifiku krupne smeñe alge gusto naseljavaju zonu plime i oseke, gdje su česti 

pojasevi predstavnika reda Fucus, dok se dublje nalaze “šuma” vrsta roda 

Laminaria (primarna produkcija ovih područja je vrlo velika i iznosi oko 1-2 kg 

C/m 2 godišnje). Po veličini su daleko najimpresivnije populacije velike alge 

Macrocystis i Nereocystis koje submerzno rastu na Pacifiku (uz obale Sjeverne 

Amerike) i na dubinama izmeñu 30 i 60 m. 

Novija klasifikacija rasporedjuje Phaeophyceae u 14 redova. Neki autori ih dijele 

u 3 podrazreda: - Isogeneratae (Ectocarpales, Sphacelariales, Cutleriales, 

Dictyotales), - Heterogeneratae (Laminariales), - Cyclosporae (Fucales). 

KOLJENO: HAPTOPHYTA 

Postoji oko 500 vrsta svrstanih u 75 rodova. One imaju važnu ulogu u primarnoj 

produkciji oceana (uglavnom pripadaju nanoplanktonu). Putem fosilnih 

kokolitoforida možemo odrediti starost u geologiji (obilno su razvijeni posebno u 

juri!). Kokolitoforidi, uz dinoflagelate čine populacije karakteristične za tropske i 

suptropske regije, i karakteristično “cvjetaju”. 

Haptophyta su svrstane u četiri reda (Van de Hoek et al,. 1995): 

Prymnesiales, Isochrysidales, Coccolithophorales i Pavlovales. 

19

KOLJENO: CRYPTOPHYTA 

Predstavnici ovog koljena podjednako su zastupljeni u slatkim i slanim vodama 

(uglavnom planktonske). Poznato je oko 100 slatkovodnih i 100 morskih vrsta 

rasporeñenih u 12 rodova. One naseljavaju uglavnom plitke stajaće vode. 

Cryptomonas curvata je karakteristična za zagañene vode, dok vrsta 

Cryptomonas platyuris naseljava čiste, posebno jezerske vode. Cryptomonas 

ovata je slatkovodna planktonska vrsta (Slika 19). 

Slika 19. Cryptomonas ovata 

20

KOLJENO: DINOPHYTA 

Koljeno Dinophyta obuhvaća više od 2000 živućih i 2000 fosilnih vrsta svrstanih u 

oko 130 rodova. Većina vrsta su jednostanični flagelati koji žive u površinskim, 

kako u morskim tako i u slatkim i brakičnim vodama. 

Tipični su za populacije toplih mora u tropima cijelu godinu, dok u umjerenim 

morima maksimalna gustoća populacija ovih vrsta javlja se u proljeće i ljeto. 

Dinophyta su osobito zastupljene u neritičkim (oablnim) vodama. Većina 

Dinophyta su planktonski organizmi. 

Klasifikacija dinofita (prema Dodge-u) 

Gymnodiniales Noctilucales 

Gloediniales Blastodinales 

Thoracosphaerales Syndinales 

Phzyodinales Peridinales 

Dinotrichales Dinophysales 

Dinamoebidales Prorocentales 

Glavni predstavnici su rodovi Peridinium, Protoperidinium, i Ceratium (Slika 20) 

Slika 20. Ceratium hirundinella 

21

KOLJENO: CHLOROPHYTA 

Koljeno Chlorophyta obuhvaća oko 500 rodova sa oko 8 000 vrsta koje većinom 

žive u slatkim vodama, a brojne su morske i terestrične vrste. 

Svi predstavnici porodica Zygnematophyceae, i Charophyceae, kao i većina 

vrsta iz porodice Chlorophyceae ograničeni su samo na slatke vode. Svi 

predstavnici porodica Ulvophyceae, Cladophorophyceae, Bryopsidophyceae, i 

Dasicladaceae isključivo su morski organizmi. 

PRASINOPHYCEAE 

Ovdje spadaju slobodnoživuće, flagelatne zelene alge. Ove alge žive u morima i 

slatkim vodama 

CHLOROPHYCEAE 

Predstavnici ove porodice imaju različit nivo organizacije. Neke su 

slobodnoživući bičaši, bilo jednostanični (monade) ili kolonijalni; ostali su kokoidi 

ili palmeloidi, te nepokretni; ostali su višestanični (filamentozni ili talozni); a neke 

su sifonalne grañe. 

Red: Volvocales 

Ovaj red obuhvaća jednostanične i kolonijalne flagelate svrstane u 110 rodova sa 

gotovo 1 000 vrsta. Ogromna većina živi u slatkim vodama, a nekoliko i na kopnu 

i u morima. Nekoliko vrsta može se naći na snijegu. Vode bogate nitratima, 

amonijakom i fosfatima su posebno bogate vrstama ovog roda. Vrlo su česte u 

eutrofičnim vodama i organski zagañenim vodama. 

Jednostanični predstavnici ovog reda su: 

Chlorogonium, Hyalogonium, Chlorogonium, Diplostauron, Polytoma, 

Brachiomonas 

22

Kolonijalni predstavnici ovog reda su: 

Stephanosphaera, Gonium, Eudorina, Volvox 

Red: Chlorococcales 

Većina vrsta roda Chlorococcum živi u slatkim vodama, u bentosu. Neke vrste 

mogu preživjeti ekstremne uvjete. Rod Chlorella obuhvaća oko 10 vrsta. Živi u tlu 

i slatkim vodama, te kao endosimbiont u beskralježnjacima (spužve i 

Paramecium). Vrste roda Chodatella žive u planktonu bara i jezera. Rod Oocystis 

ima elipsoidne stanice. Vrste iz roda Scenedesmus (Slika 21) česte su u slatkim i 

brakičnim vodama. Opisano je vise od 100 vrsta i varijeteta. 

Red: Hydriodictyon 

Slika 21. Scenedesmus sp. 

Hydryodictyon reticulatum (Slika 22) je kolonijalna alga koja stvara velike 

cilindrične mreže duge oko 20 cm. Pojedinačne stanice su cilindrične i duge do 1 

cm, a na svakom kraju povezane su sa druge dvije stanice. Vrste roda 

Pediastrum (Slika 23) su vrlo česte, posebno u slatkim vodama obogaćenim 

hranjivima. Žive u planktonu i izmeñu makrofita. Ostali filamentozni rodovi su: 

Geminella, Binuclearia, i Radiofilum. Vrste roda Sphaeroplea formiraju 

nerazgranjene, slobodno plutajuće filemente, koji se sastoje od izduženih, 

cilindričnih stanica, dugih do nekoliko cm. 

23

Slika 22. Hydrodiction sp. 

Red: Oedogoniales 

Slika 23. Pediastrum boryanum 

Svi predstavnici su filamentozni i mogu biti razgranjeni ili nerazgranjeni. Svaka 

stanica sadrži mrežasti kloroplast u kojem se nalaze brojni pirenoidi. 

ULVOPHYCEAE 

Ova porodica obuhvaća oko 35 rodova i 265 vrsta. Najveći broj vrsta su morske 

ili brakićne. Samo nekoliko vrsta živi u slatkim vodama, meñu kojima je i Ulothrix 

zonata i neke vrste roda Enteromorpha. 

CLADOPHOROPHYCEAE 

Ova porodica uključuje slatkovodne i morske vrste koje naseljavaju umjerena i 

tropska mora. Većina vrsta raste pričvršćena za stjenovitu podlogu, dok neke 

stvaraju veliku, slobodno plutajuću masu u stajaćim, eutrofnim vodama (lagune i 

bare). 

Cladophora glomerata (Slika 24) je vrlo česta slatkovodna alga koja raste na 

stijenama i drugom čvrstom supstratu u eutrofnim vodama, odmah ispod 

površine vode. 

Ova porodica obuhvaća rodove: Chaetomorpha, Rhizoclonium, Struvea, Valonia, 

Siphonocladus, i Dictyospaeria 

24

Slika 24. Cladophora glomerata 

BRYOPSIDOPHYCEAE 

Ova porodica obuhvaća uglavnom morske predstavnike. 

DASICLADOPHYCEAE 

Ova porodica obuhvaća samo morske predstavnike. 

TRENTEPOHLIOPHYCEAE 

Obuhvaća 4 roda sa oko 60 vrsta. Vrste roda Trentepolia rastu na stijenama i 

stablima, pa ćak i na listovima drveća. Vrlo često su žute ili narančaste boje. Ove 

alge su čest fikobiont u lišajevima. Ostali rodovi, kao što je to Cephalorus, rastu 

na listovima viših biljaka u tropskim i suptropskim krajevima. Ove alge uzrokuju 

značajne štete ekonomski značajnim vrstama kao sto je čaj, kava, limun, i druge 

vrste. 

KLEBSORMIDIOPHYCEAE 

Rod Raphidonema uključuje 20 vrsta koje žive u slatkim vodama, ili na površini 

ledenjaka i snijega. 

25

ZYGNEMATOPHYCEAE 

Poznato je oko 50 rodova sa 4000 - 6000 vrsta, od kojih su većina jednostanične. 

Nañeni su fosili pojedinih vrsta iz rodova koji još uvijek postoje (Spirogyra, 

Mougeotia, Zygnema), u karbonu, prije 300 miliona godina (Slika 25, 26, 27). 

Red: Zygnematales 

Jednostanične ili filamentozne alge. Poznato je oko 18 rodova sa 900 vrsta koje 

nastanjuju slatke vode, iako neke (Zygonium) rastu na vlažnom tlu. Većinom žive 

na dnu bara, kanala ali i u planinskim potocima. 

Kod vrsta roda Mougeotia svaka stanica sadrži jedan aksialni pločasti kloroplast 

sa nekoliko pirenoida, koji mijenjaju svoj položaj u stanici u odnosu na svjetlo. 

Poznato je oko 125 vrsta koje žive u slatkim vodama. Zygnema sadrzi dva 

zvjezdasta aksialna kloroplasta koji nose po jedan pirenoid. Poznato je oko 140 

vrsta koje se javljaju u slatkim vodama. 

Slika 25. Spirogyra sp. 

Slika 26. Mougeotia sp. 

Slika 27. Zygnema sp. 

26

Jednostanični predstavnici reda Zygnematales su svrstani u rodove: Spirotaenia, 

Cylindrocystis, i Netrium. 

Red: Desmidiales 

Ovaj red obuhvaća oko 30 rodova sa 5000 vrsta. Ovo su posebno lijepe alge 

koje su posebno brojne u slatkim vodama sa pH 4-7. Vrste roda Cosmarium 

imaju polukružne, poluelipticne ili trapezoidne stanice sa ravnim krajevima. Ovaj 

rod je vrlo bogat vrstama i do sada je opisano oko 1000 vrsta. 

Closterium ima savijene stanice, koje su zašiljene na krajevima. U Europi je 

pronañeno 85 vrsta koje rastu u kiselim ali i u alkalnim vodama. Pleurotaenium 

ima cilindrične stanice. U red Desmidiales spadaju još i rodovi Cosmocladium, 

Xanthidium, Staurastrum, Desmidium, Hyalotheca, Spondylosium, i 

Sphaerozosma (Slika 28, 29 i 30). 

Slika 28. Cosmarium alpestre 

CHAROPHYCEAE 

Slika 29. Staurastrum sp. 

Slika 30. Desmidium sp. 

Većina vrsta raste u prilično mirnim i čistim slatkim vodama, kao sto su kanali, 

bare i jezera. Posebno su brojne u tvrdim, alkalnim vodama (pH >7). Neke vrste 

su osjetljive na visoke koncentracije fosfata (>20 µg/l) i nestaju iz jezera koja su 

zagañena i eutrofična uslijed izlijevanja otpadnih voda, iako je ovo primarno 

uzorkovano zasjenjivanjem uslijed obilnog rasta drugih algi. Charales su vrlo 

stara skupina algi. Današnji rodovi vode su porijeklom iz mezozoika (prije 130- 

200 miliona godina). 

27

2.1.2. Metode uzorkovanja fitoplanktona 

Uzorci se mogu uzimati za potrebe kvalitativnih i kvantitativnih analiza. Za 

potrebe kvalitativnih analiza uzorke fitoplanktona sakupljamo planktonskom 

mrežicom. Mreža je izrañena od mlinarske svile, odreñenog promjera oka (Slika 

31). Za sakupljanje uzoraka mrežnog fitoplanktona oka ne smiju biti veća od 30 

µm. 

Uzorci se skupljaju na način da se nekoliko puta planktonska mrežica povuče 

kroz vodu, ako se sakupljanje vrši sa obale. Iz čamca ili plovila se sakuplja na 

način da se plovilo pomiče a mrežica provlači kroz vodu. Tako sakupljeni uzorci 

koriste se kako bi se odredio sastav pojedinih vrsta prisutnog fitoplanktona. 

Slika 31. Planktonska mrežica 

Nakon što je planktonska mrežica povućena kroz vodu, sva tekućina koja je 

sakupljena u kolektoru (metalnom, donjem dijelu mrežice) ispusti se u epruvetu i 

fiksira sa 4%-tnim formaldehidom. 

Tako pripremljeni uzorci mogu biti analizirani na način da se kap uzorka stavi na 

predmetno stakalce i izvrši determinacija bez stavljanja pokrovnog stakalca. 

Uzorci za potrebe kvantitativnih analiza se uzimaju sa posebno konstruiranim 

bocama i ureñajima, a razlikuju se u tekućim i stajaćim vodama. 

28

2.1.2.1. Uzorkovanje u tekućim vodama 

2.1.2.1.1. Selekcija mjesta uzorkovanja 

Selekcija mjesta uzorkovanja ovisi tipu istraživanja koje će se provoditi. 

Ponajprije je potrebno na nekom vodotoku odrediti mjesto uzorkovanja, a nakon 

toga pronaći lokaciju na već definiranom mjestu. 

Vrlo često mjesta su izabirana uzvodno ili nizvodno na mjestima gdje postoje 

neke prepreke ili brane, utjecaj tretiranja kultiviranog bilja ili drugih onečišćavala 

te na mjestima miješanja okolnih voda. 

Fitoplankton nije tipičan za tekuće vode, već se donosi u riječne tokove dotokom 

vode iz okolnih jezera ili stajaćih voda. U tekućim vodama fitoplanktonske 

zajednice nisu specifične na pojedinim mjestima već ih voda nosi nizvodno. Da bi 

uzeli reprezentativan uzorak, potrebno je uzeti više uzoraka na različitim 

lokacijama. Takoñer, potrebno je uzeti uzorke iz lotičkog područja na nekoliko 

mjesta. Ako se radi o sporijim i dubljim rijekama, potrebno je uzorke uzeti i na 

nekoliko dubina. Na slici 32 moguće je vidjeti primjer izbora mjesta uzorkovanja 

na riječnom toku prije brane. 

Slika 32: Preporučena mjesta uzorkovanja na tekućoj vodi 

29

2.1.2.1.2. Metode uzorkovanja 

Metoda uzorkovanja mora garantirati reprezentativan uzorak i treba biti 

jednostavna za rad. Metoda će varirati u ovisnosti o tipu riječnog toka. Uglavnom 

se preferira metoda uzorkovanja lotičkog područja pomoću opreme koja 

omogućuje uzimanje uzoraka na odreñenim dubinama. 

Ako se rijeka dobro miješa horizontalno i vertikalno, potrebno je uzeti jedan 

uzorak na površini do dubine od ½ m i tako na svakom metru dubine. Time će se 

dobiti uvid u raspored fitoplanktonskih zajednica, odnosno vidjet će se da li su oni 

prisutni površinski ili na odreñenoj dubini. Takoñer, poželjno je na istom mjestu 

uzorkovanja uzeti uzorak sa površine sedimenta, jer se neke vrste planktona 

ondje nalaze, ovisno o dobu godine. Takve uzorke trebalo bi uzimati iz čamca sa 

Niskin (Slika 33), Van Dorn (Slika 34) ili Nansen bocom (Slika 35). 

Slika 33: Niskin boca Slika 34: Van Dorn boca 

30

Slika 35: Nansen boca 

Ako nismo u mogućnosti uzorke uzeti iz čamca, već smo prisiljeni raditi sa obale, 

postoji nekoliko metoda kako to napraviti. Jedna od metoda je da je na štapu 

dugom do 3 m obješena boca za uzorkovanje na raznim dubinama. Druga 

metoda je da se koristi Taylorov ureñaj za uzimanje uzoraka (Slika 36) 

31

Slika 36: Taylorov ureñaj (Hotzel and Croome, 1999) 

32

Taylorov ureñaj je konstruiran tako da ga je moguće udaljiti od obale što je dalje 

moguće. U bocu se puni voda sa 0,5 do 0,7 m dubine. Kada se voda napuni, 

boca se zatvora i tada ga privlačimo ponovo k obali. 

Uzimanje uzoraka sa kantom nije preporučljivo. Ako zaronimo kantu na neku 

dubinu, ona će se napuniti sa vodom koju trebamo. Meñutim, dok izvlačimo 

kantu iz vode, ona voda koja se napunila na početku, izaći će i pomiješati se sa 

površinskom vodom. U površinskoj vodi može se nalaziti razni plutajući 

neplanktonski materijal. 

Ako se voda u rijeci manje miješa ili se radi o sporotekućim vodama, uzorke je 

moguće sakupiti sa ½ m dubine iz lotičkog područja i dva uzorka sa svake strane 

rijeke. Tako je moguće vidjeti kako je fitoplankton vertikalno rasporeñen u 

vodotoku. Takve uzorke je moguće uzimati i sa vrlo jednostavnim Hoseipovim 

aparatom (Slika 37). 

Slika 37: Hoseipov aparat (Hotzel and Croome, 1999) 

33

Hoseipov aparat je sastavljen od prozirne PVC cijevi 25 mm promjera i 2-10 m 

dužine, ovisno o dubini riječnog toka. Na kraju se nalazi uteg i špaga. Na prvom 

shematskom prikazu vidljivo je da uteg povlači cijev prema dubini i ona se uranja 

u vodu vertikalno. Drugi i treći shematski prikaz pokazuje kako se cijev formira u 

oblik slova „U“ povlačenjem uzice. Cijev se začepi sa gumenim čepom i izvlači iz 

vode. Nakon izvlačenja uzorka, cijev se mora isprati sa čistom vodom, pa tek 

onda uzeti drugi uzorak. Ako to radimo iz čamca, potrebno je da čamac miruje, 

kako bi se cijev mogla vertikalno položiti u vodu. 

Ako se radi o vrlo plitkim rijekama, dubine manje od 2 m, voda se u njima miješa 

dnevno. Uzorke iz takvih voda potrebno je uzeti sa ½ m dubine sa 

odgovarajućom opremom. 

2.1.2.2. Uzorkovanje u jezerima i stajaćim vodama 

2.1.2.2.1. Selekcija mjesta uzorkovanja 

Izbor mjesta mora biti reprezentativan. Uzorci se trebaju uzimati na mjestima 

ulaska i izlaska vode iz jezera, blizu obale gdje nema miješanja vode, na pučini i 

to na nekoliko dubina. Ako se radi o velikim površinama, minimalna udaljenost od 

pojedinih mjesta bi trebala biti oko 100 m. Uzorci koji se uzimaju sa pučine, 

mjesta uzorkovanja trebala bi biti udaljena najmanje 50 m od obale kako bi se 

spriječila kontaminacija uzoraka sa bentosnim vrstama. Na slici 38 moguće je 

vidjeti preporučena mjesta uzorkovanja u velikim jezerima. 

Ako se radi o manjim površinama, uzorke je potrebno uzeti sa nekoliko mjesta i 

nekoliko dubina da bi se dobio reprezentativan uzorak. 

34

Slika 38: Preporučena mjesta uzorkovanja u velikim jezerima (Hotzel and 

Croome, 1999) 

2.1.2.2.2. Metode uzorkovanja 

Vertikalni profil potrebno je uzeti svakih 1 m dubine. Prisutnost stratifikacije se 

može vidjeti mjerenjem temperature na nekoliko dubina, jer će se ona odvijati 

kada se cijeli stupac vode izjednači na temp. od 4 °C. U praksi to zna či da kada 

nema velikih razlika izmeñu površinske temperature i temperature dna (razlika 

može biti oko 0,2°C), do ći će do stratifikacije. 

Alge nisu jednoliko rasporeñene u vodenom stupcu, njihov raspored ovisi o doba 

godine, dubini akvatorija, geografskoj širini i stratifikaciji (Slika 39). 

35

Slika 39: Moguća vertikalna distribucija različitih rodova algi u dimiktičkim 

jezerima (Hotzel and Croome, 1999) 

Prije nego počnemo uzorkovati u dubokim jezerima, potrebno je izmjeriti do koje 

dubine se vidi Secchi disk. Smatra se da je eufotična zona 2,5 puta dubine 

Secchi diska. Uzorke je potrebno uzimati na svaki metar dubine u cijeloj 

eufotičnoj zoni i jedan uzorak iznad sedimenta. U oligotrofnim vodama svaki 

uzorak bi se trebao sastojati od 6 l vode, dok je u eutrofnim vodama dovoljna 0,5 

do 1 l vode. 

Na nešto plićim akvatorijima, ovisno o dubini, napraviti procjenu o broju uzoraka 

koji će se uzeti. 

Vrlo je važno voditi računa o tipu istraživanja koje se provodi. Ako se provodi 

monitoring, tada je potrebno izbjegavati uzimanje uzoraka za vrijeme intenzivnog 

razvoja nekih algi tzv. cvjetanje algi. Ali, ako želimo istražiti uzrok masovnih 

pojava algi, tada će nam takav materijal biti od koristi. Osim toga, vrlo je važno 

obratiti pažnju ako je vjetrovito vrijeme što se naročito odnosi na one alge koje 

36

plutaju na površini vode. Takve alge će se u tom slučaju naći na kraju jezera u 

smjeru puhanja vjetra. Osim što će biti rasprostranjene na površini vode, naći će 

se u velikim koncentracijama i ispod površine. 

Uzorci se mogu uzimati sa već prije spomenutim bocama i aparatima (Niskin, 

Van Dorn, Nansen, Hoseip). 

Ako se uzorci uzimaju iz čamca, potrebno je sa GPS-om označiti točnu poziciju, 

da bi se pri slijedećim uzorkovanjima moglo doći na isto mjesto. 

2.1.2.3. Učestalost i vrijeme uzorkovanja fitoplanktona 

Učestalost uzimanja uzoraka ovisi o brzini rasta organizama za koje se provodi 

istraživanje. Općenito se preporuča da to bude barem jedanput tjedno. Time će 

se moći vidjeti kako su prisutne vrlo brze promjene u sastavu i abundanci 

fitoplanktona. U prirodnim uvjetima, gustoća stanica pojedinih vrsta mogu se 

promijeniti za jedan do dva dana. 

Ako se radi o masovnim pojavama nekih vrsta, tada bi se uzorkovanje trebalo 

provoditi dnevno, jer će se i gustoća stanica vrlo brzo mijenjati. 

Takoñer, važno je i u koje doba dana se vrši uzimanje uzoraka. Danju, neke 

vrste alga će se dići na površinu, a noću spustiti ispod površine. Preporučljivo je 

da se uzorkovanje vrši uvijek u isto doba dana kako bi se rezultati mogli 

usporeñivati. 

2.1.3. Metode uzorkovanje perifitona 

Bentosne alge (perifiton ili fitobentos) su primarni producenti i vrlo važni za 

hranidbenu mrežu. Zato što su te alge vezane za supstrat, one su podložne 

fizikalno kemijskim i biološkim utjecajima. Na taj način mogu biti i pouzdani 

indikatori kvalitete vode (Barbour i sur., 1999). 

37

Uzorci perifitona uzimaju se za vrijeme stabilnog toka rijeke, odnosno za niskog 

vodostaja. Visoki vodostaj može isprati alge sa njihova staništa nizvodno. 

Preporučljivo je nakon visokih vodostaja pričekati 3 tjedna da se staništa ponovo 

koloniziraju sa algama. 

Uzorci perifitona mogu se uzimati sa prirodnih i umjetnih supstrata. Prirodni 

supstrati podrazumijevaju uzorkovanje perifitona sa raspoloživih supstrata unutar 

lokacije odreñene za uzorkovanje, a umjetni supstrat podrazumijeva stavljanje 

predmeta u vodu na kojem se nakon odreñenog perioda čekanja naseli 

perifitonska zajednica. 

Ako se radi monitoring riječnih tokova, tada je osim analiza perifitona potrebno 

raditi i analize fizikalno kemijskih karakteristika vode i bentosa. 

2.1.3.1. Uzimanje uzoraka sa prirodnih supstrata 

Uzorci sa prirodnih supstrata mogu se uzorkovati sa svih raspoloživih supstrata ili 

sa reprezentativnih supstrata kao što je krupno kamenje ili oblutice sa plitke i 

brze vode iz rijeke. 

Za uzorkovanje sa svih supstrata najprije je potrebno odrediti kakav je supstrat 

raspoloživ u vodotoku i u kojem postotku. Ako se rade i analize bentosa, tada je 

potrebno i perifiton uzorkovati sa istih supstrata. 

Najprije je potrebno odrediti mikrohabitat. Mikrohabitat je podijeljen na nekoliko 

tipova: 

- mjesta rijeke sa brzom i dubokom vodom 

- mjesta rijeke sa plitkom i brzom vodom 

- bazeni 

- uzobalno područje 

Svaki od ovih tipova staništa imaju karakterističan supstrat. Tako će uzobalno 

obično biti prisutno krupno kamenje sa obraštenim biljnim materijalom, dok će u 

bazenima vjerojatno biti prisutan šljunak ili pijesak. 

38

Osim toga, svjetlost, dubina, supstrat i brzina toka direktno će utjecati na sastav 

vrsta perifitona. Promjene u kompoziciji vrsta, često se mogu vidjeti kao 

promjene boje i teksture supstrata. Način uzorkovanja pojedinih supstrata može 

se vidjeti u slijedećem tabličnom prikazu: 

Tip supstrata Tehnika uzorkovanja 

Tvrdi pomični supstrat: kamenje, 

oblutice, šljunak i komadi drveta 

Mekani pomični supstrat: mahovina, 

makrofita, manje korijenje 

Nepomični veliki supstrati: stijene, 

kamena podloga, klade, drvo, korijenje 

Mekani sediment: pijesak, mulj, fini 

organski materijal, glina 

Izvaditi reprezentativne uzorke iz vode, 

ostrugati reprezentativnu površinu algi 

sa površine i isprati u posudu. 

Staviti biljni materijal u bocu sa malo 

vode. Odlučno ih promućkati. Odstraniti 

biljke iz posude. 

Staviti PVC cijev koja je omotana 

neoprenom na kraju tako da hermetički 

prianja na supstrat. Odstraniti alge 

četkicom za zube ili nekim drugim 

predmetom. Sa pipetom odstraniti alge 

iz cijevi i stavi iu u posudu. 

Prevrni petrijevu posudu preko 

sedimenta. Ispod zdjelice stavi pljosnat 

predmet (komad metalne pločice i sl.) 

tako da se petrijevka napuni 

sedimentom do vrha. Isprati sediment i 

spremiti uzorak u posudu. 

Svaki uzorak koji je uzet, treba se fiksirati sa 4%-tnim formaldehidom kako bi 

uzorke sačuvali do trenutka analize. Osim toga na svaki uzorak je potrebno 

obilježiti mjesto i vrijeme uzorkovanja, datum i tip supstrata sa kojeg je uzet. 

2.1.3.2. Uzimanje uzoraka sa umjetnih supstrata 

Perifiton se može uzorkovati i sa umjetnih supstrata koji su stavljeni u vodeni 

medij u odreñenom vremenskom periodu. Zajednice organizama će kolonizirati 

supstrat, koji u odreñenom trenutku možemo uzorkovati. Ova metoda je vrlo 

korisna na dubokim potocima i rijekama na kojima nema plitkih i brzih sekcija, 

močvarama ili litoralnim zonama lentičkog staništa. 

39

Nekoliko vrsta materijala mogu se postaviti na odreñena mjesta u akvatoriju. 

Upotrebljava se predmetno stakalce, stakleni štapić, ploče pleksiglasa ili drvene 

pločice. Oni se stavljaju u posebno prilagoñene vreće ili boce na površinu vode ili 

na dno u periodu izmeñu 2 do 4 tjedna. Na svakoj lokaciji treba staviti do 3 

perifitometra da bi se mogla izmjeriti prostorna varijabilnost algi. 

Perifitometar je potrebno fiksirati na čvrstim strukturama na rijeci da ne bi bio 

odnesen vodenom strujom. Svaki perifitometar treba biti okrenut uzvodno. 

Nakon inkubacijskog perioda sakupljaju se uzorci pomoću četkice, gumenim ili 

drvenim predmetima. 

Prednost ovakve metode je da se mogu postaviti različiti supstrati na točno 

odreñena mjesta i prikupljati uzorci bez utroška energije za odstranjivanje 

perifitona sa kamenja ili nekih drugih supstrata. 

40

2.1.4. Laboratorijska obrada sakupljenih uzoraka 

Da bi se napravila kvalitetna identifikacija algi, potrebno je mnogo iskustva i 

kvalitetni instrumenti. Stupanj taksonomske identifikacije ovisit će o cilju 

istraživanja. Neke grupe, kao što su diatome i Chrisophyta, zahtijevaju specijalnu 

proceduru da se pripreme za identifikaciju vrsta. 

Vrijeme potrebno za brojanje varirat će ovisno o gustoći stanica. 

2.1.2.1. Kvantitativna analiza fitoplanktona 

Kvantitativna analiza je preporučljiva samo ako su uzorci fiksirani sa Lugolovom 

otopinom. Nefiksirani uzorak se ne može brojati jer će se diatome i flagelati 

pomicati unutar komore. Osim toga, zooplankton će smanjiti gustoću 

fitoplanktona jer se još uvijek njima hrani. 

Oprema koja je potrebna za kvantitativnu analizu ovisit će i o tipu mikroskopa koji 

posjedujemo. Ako se služimo mikroskopom sa inverznim bijelim svijetlom, tada 

nam je potrebno 10 x, 20x, 40x i 

100x povećanje. Ako koristimo 

povećanja od 20x i 40x upotreba 

fazno kontrastnih objektiva bila bi 

prednost, naročito kada vršimo 

identifikaciju živih stanica. Izbor 

mikroskopa ovisi o metodi koju 

ćemo koristiti. Ako koristimo 

Utermöhl metodu tada nam treba 

inverzni mikroskop, a za 

Sedgwick Rafter metodu, Lund 

metodu i Neurbaeur komoru 

koristi se klasični mikroskop sa 

okularima postavljenim iznad ploče. 

Slika 40: sedimentacijska komora po Utermöhl-u 

41

UTREMÖHL METODA 

Brojanje stanica fitoplanktona vrši se pomoću sedimentacijskih komora po 

Utermöhl-u (Slika 40). Da bi brojanje izvršili korektno, u okularu je potrebno imati 

mrežicu sa linijama koje označavaju veličinu u µm (Slika 41). 

Komora po Utermöhl-u se fiksira na mikroskopsko 

predmetno stakalce pomoću silikona. Komora se do 

vrha napuni sa uzorkom koji je prethodno dobro 

homogeniziran mućkanjem. Zatvori se pokrovnim 

stakalcem na način da se ne naprave mjehurići 

zraka. 

Slika 41: Mrežica po Whipple-u 

Stavljamo komore u tamnu prostoriju da se uzorak sedimentira od 1 do 10 sati, 

ovisno o veličini komore. Naime, manje komore zahtijevaju kraći vremenski 

period, a veće duži za sedimentaciju. Računa se da je za svaki centimetar 

uzorka potrebno 2 sata za sedimentaciju pri 20°C, a ako su prisutne diatome 

tada je za svaki centimetar potrebno 6 sati. No, najbolje ih je ostaviti preko noći. 

Izbor veličine komora ovisi o uzorku kojeg smo uzeli. Visoke komore 

upotrebljavamo za uzorke gdje se nalazi mali broj organizama, a male i niske za 

uzorke s velikom gustoćom organizama. Ako nismo sigurni za veličinu komore, 

najbolje je da isti uzorak stavimo u nekoliko komora različitih veličina tako da 

smo sigurni da ćemo u jednoj dobiti optimalnu gustoću stanica. 

Nakon što se uzorak sedimentira, uzimamo komore i stavljamo ih na mikroskop. 

Koristi se inverzni mikroskop, koji se razlikuje od klasičnog u tom smislu da se 

objektivi nalaze ispod ploče kako bi mogli brojati dno sedimentacijske komore 

(Slika 42). 

Prije nego počnemo brojati na velikom povećanju, dobro je provjeriti uzorak pod 

malim povećanjem (10x). Na taj način brojimo velike vrste algi kao što je 

Ceratium sp. ili ostale dinoflagelate. Na većem povećanju brojimo male primjerke 

(20-40x). 

42

Nakon što smo izvršili identifikaciju i brojanje stanica, potrebno je izraziti broj 

stanica u 1 ml. Prilikom računanja potrebno je obratiti pažnju na faktor 

koncentracije ili faktor razrjeñenja (za uzorke koji su morali biti razrijeñeni 

destiliranom vodom jer su bili pregusti). 

Koncentracija stanica (C) se preračunava na slijedeći način: 

a) Za koncentrirane uzorke: 

C (stanica ml -1 )= broj stanica / faktor koncentracije 

b) za razrijeñene uzorke 

C (stanica ml -1 )= broj stanica x faktor koncentracije 

Npr. Nakon sedimentacije, 100 ml originalnog uzorka je reducirano na 10 ml 

(faktor koncentracije je 10) i 1 ml je uzet za identifikaciju i brojanje. U tom uzorku 

je izbrojano 580 stanica vrste A. Koncentracija vrste A u originalnom uzorku vode 

iznosi: 

C=580/10 = 58 stanica ml -1 

Slika 42: Inverzni mikroskop 

43

SEDGWICK – RAFTER METODA 

Koristi se kao umjesto Utermöhl metode. 

Komorica po Sedgwick Rafter-u je dimenzija 50mm x 20mm i 1mm dubine sa 

rešetkastom (mrežastom) podlogom kako bi se mogle brojati stanice (Slika 43). 

Od staklenog je materijala. 

Slika 43: Komorica po Sedgwick Rafter-u 

Iz homogeniziranog uzorka se sa Pasteur-ovom pipetom odpipetira 1 ml. Uzorak 

se stavlja unutar komorice tako da se uz ugao ispusti tekućina i lagano zatvori sa 

pokrovnicom. Pričeka se 30 minuta da se uzorak sedimentira. Da ne bi ušao 

mjehurić zraka tijekom sedimentacije (zbog evaporacije), komorica se može 

nadopuniti sa destiliranom vodom i tek tada zatvoriti pokrovnim stakalcem. 

Prilikom brojanja, preporučljivo je izbrojati barem 30 polja unutar mrežaste 

podloge jer će se ondje nalaziti oko 90 % prisutnih vrsta. 

Nakon završenog brojanja i identifikacije pristupa se izračunavanju koncentracije 

C koja je izražena kao broj jedinica u ml za svaki takson. Ova formula koristi se 

ako se broje odreñena polja unutar mrežaste podloge: 

C (stanica ml -1 N 

) = 

Gdje je: 

x 1, 

000 mm 

A x D x F 

N= broj stanica ili jedinica 

A= površina polja (mm 2 ) 

D= dubina polja (dubina Sedgwick – Rafter komorice) 

F= broj polja koja su izbrojana 

3 

44

NEUBAUER METODA 

Neubauer komora (Slika 44) ima mrežu za brojanje sastavljenu od kvadratića koji 

nisu vidljivi dok se ne stave pod mikroskop. Najveći kvadratići su veličine 1 mm 2 , 

grupni kvadratići 0,04 mm 2 , a najmanji 0,025 mm 2 . Najveći kvadrat je u sredini 

podijeljen pet puta na grupu kvadrata površine od 0,04 mm 2 svaki. Ova grupa 

kvadrata je, takoñer, podijeljena na 16 vrlo malih kvadrata površine 0,0025 mm 2 . 

Dubina komore je 0,100 mm. 

Ovaj tip komorice se koristi većinom za brojanje stanica manjih od 10 µm. 

Uzorak se homogenizira mućkanjem najmanje 30 sec i pipetira Pasteur-ovom 

pipetom. 

Slika 44: Komorica po Neubauer -u 

Najprije se stavlja pokrovno stakalce na pola površine komorice i tada se stavlja 

uzorak. Nakon toga, pokrovno stakalce se gurne tako da prekrije cijelu površinu 

komorice kako bi se otklonila mogućnost da se naprave mjehurići zraka. 

Tekućina će se kapilarnim putem rasporediti unutar komore i uzorak je spreman 

za mikroskopiranje. 

Nakon brojanja i identifikacije, dobivene vrijednosti uvrstimo u formulu: 

C (stanica µl -1 ) = 

Broj jedinki 

A x D x R 

A= površina polja (mm 2 ) 

D= dubina polja (dubina Neubauer komorice) u mm 

R= razrjeñenje 

45

Npr. izbrojali smo 161 stanicu na površini od 4 kvadratića (4 x 1 mm 2 ) = 4 mm 2 . 

Dubina komorice je 0,1 mm, a razrjeñenje 1:20. 

181 

161x20 

C = 

= 

= 8050 jed / μl 

2 

4 mm x 0, 

1mm 

x 1 4 x 0, 

1x1 

μl 

20 

2.1.4.2. Kvantitativna analiza perifitona 

Analiza perifitona može se raditi isto kao i analiza fitoplanktona, ali postoje i 

druge metode. Da bi kvalitetno odredili brojnost diatoma, potrebno ih je najprije 

oksigenizirati, pa tek nakon tog postupka možemo pristupiti identifikaciji i 

brojanju. Stoga se analize algi i diatoma vrše odvojeno. 

Analiza relativnog obilja algi (bez diatoma) 

1. Uzorke spremljene u posudice potrebno je homogenizirati, odnosno dobro 

promućkati. To se može napraviti ručno ili pomoću mućkalice. 

2. Dobro promućkati homogenizirani uzorak i odpipetirati u Palmerovu komoricu 

(Slika 45), Sedwig rafter, Lund ili Neuerbauer komoricu. Razrijediti suspenziju 

ako se stanice previše poklapaju. 

3. Identificiraj i izbroji 300 stanica algi do što je moguće najnižeg taksonomskog 

stupnja sa mikroskopom od 400x povećanja 

Slika 45: Palmerova komorica 

46

Analiza relativnog obilja diatoma 

1. Odpipetiraj 5 – 10 ml koncentriranog fiksiranog uzorka nakon što je 

izmućkan. Očisti (oksidiraj) uzorak za analizu diatoma 

Metoda za oksidaciju (čišćenje) diatoma 

METODA 1 

1. Staviti 5-10 ml fiksiranog uzorka u tikvicu 

2. Dodati tovoljno nitratne ili sulfatne kiseline da proizvede jaku toplinsku reakciju (koristiti zaštitnu odjeću i 

sigurno posuñe) 

3. Ostavi uzorak da oksidira preko noći 

4. Napuni tikvicu sa destiliranom vodom 

5. Čekaj 1 sat za svaki centimetar vode koja se napuni u tikvicu 

6. Iscrpi sa pipetom talog i dopuni tikvicu sa destiliranom vodom. To se radi tako da se talog iscrpljuje iz sredine 

vodenog stupca kako se ne bi zahvatilo alge koje se talože na rubovima tikvice i na površini otopine. 

7. Ponavljaj korake od 4 do 6 sve dok se ne obezboji i uzorak postane čist. 

METODA 2 

1. Pripremi uzorak kao u točci 1 prethodne metode, ali upotrijebi 50% H2O2 umjesto kiselina 

2. Dozvoli da se uzorak oksidira preko noći, i tada dodaj 0.1 g K2Cr2O7 (To će uzrokovati termičku reakciju, 

upotrijebi poklopac sa otvorom u obliku cijevi, sigurnosno staklo i zaštitnu odjeću) 

3. Kada je boja uzorka promijenjena iz ljubičaste u žutu i kada se otopina ohladila, napuni tikvicu sa destiliranom 

vodom 

4. Čekaj 4 sata, iscrpi sa pipetom talog, i ponovo napuni tikvicu sa vodom. To se radi tako da se talog iscrpljuje iz 

sredine vodenog stupca kako se ne bi zahvatilo alge koje se talože na rubovima tikvice i na površini otopine. 

5. Ponavljaj korak 4 sve dok se otopina ne obezboji i uzorak postane čist kao. 

2. Nakon što su diatome očišćene, potrebno je napraviti trajne preparate sa 

Naphrax ili sličnim fiksativom. Ne zaboraviti staviti oznake o kojim se 

preparatima radi 

Priprema trajnih preparata sa Naphrax fiksativom: 

1. Stabiliziran uzorak odpipetirati na predmetno stakalce. 

2. Ostaviti preko noći da se osuši 

3. Zagrijati uzorak i staviti nekoliko kapi Naphrax fiksativa 

4. Kada Naphrax počne kipiti, postavlja se pokrovnica tako da se ne naprave mjehurići zraka 

5. Kada se uzorak ohladi, spreman je za upotrebu 

3. Identificiraj i izbroji diatome do najnižeg taksonomskog stupnja pod uljno 

imerznim i fazno kontrastnim mikroskopom na povećanju od 1000 x. 

47

2.1.5. Odreñivanje biomase fitoplanktona 

SUHA MASA 

Biomasa fitoplanktona može se odreñivati na nekoliko načina. Jedan od načina 

je odreñivanje suhe mase alga. Najprije je potrebno uzorak filtrirati preko Glass 

microfibre filtera (Whatman) ø 1 µm. Prvo se filter važe i nakon toga stavlja sušiti 

na konstantnoj temperaturi od 105°C do konstantne t ežine (24 sata). Tada se 

opet važe i razlika predstavlja ukupnu biomasu algi koja se izražava u mg/l ili g/l. 

MOKRA MASA (VOLUMETRIJSKA METODA) 

Bazira se na brojenju i mjerenju dimenzija pojedinih vrsta u volumenu vode. 

Broje se individue, što označava jednu stanicu, a ne koloniju ili filament. Ova 

metoda zahtijeva znanje prilikom identifikacije pojedinih vrsta fitoplanktona. 

Svaka vrsta je odreñene veličine te su otprije poznate mase i volumeni pojedinih 

vrsta. Prosječni volumen svake vrste se množi sa brojem stanica u smislu da se 

dobije biovolumen u mm 3 po mililitru. Ukupna mokra masa se uvrsti u formulu: 

V 

t 

= 

n 

∑ 

i = 1 

Gdje je 

( N x V ) 

1 

1 

Vt = ukupni volumen planktonskih stanica (mm 3 /l) 

Ni = broj organizama od i-te vrste/ml 

Vi= prosječan volumen stanica i-te vrste (µm 3 ) 

48

KLOROFIL a 

Biomasa se može izračunati i putem odreñivanja koncentracije klorofila a. 

Sve zelene biljke sadrže klorofil a, primarni fotosintetski pigment, čija 

koncentracija daje indirektnu procjenu razine primarne proizvodnje. Alge u vodi, 

uključujući cijanobakterije i modrozelene alge sadrže klorofil a, koji sačinjava oko 

1-2% suhe težine planktonskih alga i upotrebljava se za procjenu fitoplanktonske 

biomase. Ostali pigmenti koji se pojavljuju u fitoplanktonu su klorofil b, klorofil c, 

ksantofil, fikobilin i karoten. Najvažniji produkt degradacije klorofila je 

phaeophytin. 

Metodologija uzorkovanja klorofila a 

Da bi se izvelo pravilno uzorkovanje na jezerima, nakon što se odrede lokacije 

uzorkovanja, prvo je potrebno izmjeriti dubinu i prozirnost Secchi diskom. Uzorak 

se uzima sa nekoliko dubina, jer su alge smještene u cijelom stupcu vode gdje 

prodire svjetlost. 

Uzorak vode ne smije biti manji od 1 l. Što je voda manje prozirna, uzima se 

manje uzorka, jer je prisutna veća biomasa planktona. Na oligotrofnijim vodama 

potrebno je uzeti najmanje dvije litre vode ili više, ovisno o metodologiji koja 

slijedi. 

Vrlo je važno da uzorak vode bude pohranjen u tamne boce, po mogućnosti 

crne, kako se ne bi promijenila biomasa algi. Takav uzorak je potrebno odmah 

odnijeti u laboratorij ili pohraniti u hladnjak (idealno je ako se koristi metoda 

smrzavanja uzorka u tekućem dušiku). 

Postoje različite metode za odreñivanje klorofila a i većinom se koriste 

spektrofotometrijske i flourimetrijske. Ovdje ćemo se koristiti spektrofotometrom 

za očitanje vrijednosti klorofila a (vježba ). 

49

Klorofil a se očitava na valnoj duljini od 664 nm. Kako je ondje prisutan i produkt 

degradacije klorofila, phaeophytin, pojavit će se greška proporcionalna 

koncentraciji phaeophytina jer se on se očitava se na istim valnim duljinama. 

Odreñuje se nakon acidifikacije klorofila sa HCl na valnoj duljini od 665 nm. 

Formula za izračunavanje klorofila a (µg/l) i phaeophytina a (µg/l): 

( OD664 

OD665) 

26, 7 − 

Klorofil a = 

V xL 

Phaeophytin 

2 

xV 

[ 1. 

7( 

OD665) 

OD664] 

26, 7 

− 

a = 

V xL 

2 

1 

xV 

1 

50

2.1.6. Odreñivanje saprobnog stanja vode 

Na temelju kvantitativnog i kvalitativnog sastava biljnih i životinjskih zajednica 

odreñuje se saprobiološko stanje istraživanog dijela vodotoka, te se na temelju 

toga odreñuje stupanj onečišćenja vode. U čistim vodama zajednice organizama 

su u ravnoteži – postoji odgovarajući broj producenata, konzumenata i 

razgrañivača. U zagañenim vodama ta ravnoteža je poremećena i vrijedi 

Thienemannovo pravilo – što su uvjeti okoliša ekstremniji i dalje od optimalnih 

uvjeta to je veći broj karakterističnih vrsta. 

Saprobnost je kvaliteta vode u odnosu na količinu razgradljive organske tvari i 

intenzitet razgradnje. Saprobnost karakteriziraju zajednice organizama. Sastav 

životne zajednice daje kompleksne informacije o svojstvima okolne vode – 

planktonske zajednice o otvorenoj vodi, bentoske i litoralne zajednice o uvjetima 

dna i obalnog područja. 

Sistem saprobnosti je sistem vodenih organizama koji svojom prisutnošću i 

aktivnošću upućuju na različitu kvalitetu vode, čistoću ili zagañenje. Prema 

nalazu vrsta indikatora možemo zaključivati o stupnju onečišćenja. Nalaz 

pojedinačnih vrsta nije dovoljan te je potrebno utvrditi brojnost indikatora i 

analizirati kompletne zajednice. 

Pantle-Buckov indeks saprobnosti (1955.) 

Ovdje će naglasak biti dan na fitoplanktonske vrste, a takoñer se ova metoda 

koristi i na makrozoobentosu. 

Najprije se pristupa identifikaciji vrsta, gdje se indikatorski organizmi nastoje 

identificirati do razine vrste, a ako nije moguće do razine roda ili porodice. 

Identifikacija i brojčana zastupljenost pojedine vrste (skala 1, 3 i 5) prikazuje se 

na listi koja sadrži popis nañenih i identificiranih vrsta kao i njihov stupanj 

saprobnosti, koji je odreñen prema nekom od indikatorskih sustava (Tablica 1) 

Od indiktorskih sustava, koristi se Wegl, 1983. gdje se za svaku indikatorsku 

vrstu može naći odreñen broj bodova koji se koriste za izračunavanje indeksa 

saprobnosti. 

51

Tablica 1: Procjena gustoće bioindikatora za izračunavanje indeksa saprobnosti: 

OCJENA GUSTOĆE 

(BROJ I OPIS) 

OBRAŠTAJ (niže 

biljke) 

( RELATIVNA 

ZASTUPLJENOST %) 

MAKROZOOBENTOS 

(BROJ VRSTA U 

UZORKU) 

1 – pojedinačno, rijetko 1 – 10 1- 10 

3 – srednje > 10 – 75 > 10 – 75 

5 – masovno > 75 – 100 > 75 

Kao numerička veličina za definiranje klase boniteta koristi se Pantle-Buckov 

indeks saprobnosti (1955.), koji se smatra najprihvatljivijim biocenotičkim 

parametrom za klasifikaciju voda. 

Za svaki analizirani uzorak mikrofitobentosa i makrozoobentosa izračuna se 

indeks saprobnosti (S) prema formuli: 

Σ( 

sh) 

S = 

Σh 

S = indeks saprobnosti 

s = stupanj saprobnosti 

h = zastupljenost 

Primjer: 

VRSTA h s sh 

Achnantes minutissima 1 2,0 2,0 

Cymbella ventricosa 3 2,0 6,0 

Nitzschia palea 5 2,6 13,0 

Σ( 

sh) 

S 

= = 

Σh 

21 

9 

= 

2, 

3 

52

KLASIFIKACIJA VODA 

Raspon vrijednosti indeksa saprobnosti kreće se od 1 do 4 i interpolira u sustav s 

5 klasa boniteta vode (NN br.77/98). 

Na osnovi vrijednosti indeksa saprobnosti definira se klasa boniteta vode na 

odreñenoj mjernoj postaji: 

Tablica 2. Klase kvalitete voda prema vrijednosti indeksa saprobnosti 

KLASA 

KVALITETE 

VODA 

I 

Plave boje 

I – II 

Zelene boje 

II 

Zelene boje 

II – III 

Žute boje 

III 

Žute boje 

III – IV 

Crvene boje 

IV 

Crvene boje 

INDEKS 

SAPROBNOSTI 

SAPROBIOLOŠKO 

OBILJEŽJE 

ZAJEDNICE 

1,0 - < 1,5 oligosaprobnost 

1,5 - < 1,8 

1,8 - < 2,3 

oligobetamezosaprob.betamezosaprobnost 

OPIS VODENOG 

BIOTOPA 

neopterećen ili malo 

opterećen 

vrlo malo opterećen 

jače opterećen 

2,3 - < 2,7 beta-alfamezosaprob kritično opterećen 

2,7 - < 3,2 alfa-mezosaprobnost jako opterećen 

3,2 - < 3,5 

alfamezos.polisaprob. 

vrlo jako opterećen 

3,5 - < 4,0 polisaprobnost prekomjerno opterećen 

Tablica 3. Interpolacija P-B indeksa saprobnosti u sustav od 5 klasa kvalitete 

voda 

KLASA 

KVALITETE VODA 

KLASA 

INDEKS 

SAPROBNOSTI (S) 

I I + I – II 1,0 -

2.1.4. VJEŽBE - FITOPLANKTON 

54

Vježba 1: Upoznavanje sa glavnim skupinama fitoplanktonskih 

organizama 

Ako su pod mikroskopom prisutni neki od slijedećih oblika radi se o fitoplanktonu: 

AKO JE: 

1. Modrozeleni pigment je razliven kroz stanice: 

ILI 

2. Tamnozeleni, žutozeleni ili smeñi pigment je lokaliziran u kromatoforama 

DALJE 

MODROZELENE ALGE 

55

AKO JE 

1. Pigment žutozeleni ili smeñi, imaju „oklop“ od dvije kremene ljušture. 

3. Tamnozeleni pigment, a stanice nisu dodatno podijeljene 

DALJE 

DIATOME 

56

AKO JE 

1. Prisutni bičevi, prisutne poprečne brazde, tijelo oklopljeno prozirnim celuloznim 

pločama 

ILI 

2. Obojeni tamnozelenom bojom, stanice u malim kolonijama, dva ili više bičeva 

3. Bičevi nisu prisutni 

ILI 

DALJE 

DINOFLAGELATI 

KOLONIJALNE 

ZELENE ALGE 

57

AKO JE 

1. Stanice su podijeljene na dvije potpuno simetrične polovice 

2. Stanice nisu podijeljene na dvije potpuno simetrične polovice 

ILI 

DALJE 

DESMIDIACEJE 

58

AKO JE 

1. Stanice su u obliku dugačkih niti 

2. Stanice nisu u obliku dugačkih niti ali se nalaze sakupljene u male kolonije 

ILI 

NITASTE ZELENE 

ALGE 

OSTALE ZELENE 

ALGE 

59

Vježba 2: Kvalitativno uzorkovanje i determinacija fitoplanktona 

Potrebna oprema: 

Vodootporni flomaster 

Grafitna olovka 

Protokol za fitoplankton (Tablica 4) 

Planktonska mreža Ø 30 µm 

Epruveta ili posuda u koju stavljamo filtrat 

Formalin 4% 

Postupak: 

Ispuniti protokol 

Na epruvetu ili posudu u koju stavljamo filtrat sa vodootpornim flomasterom 

napisati: 

- mjesto i lokaciju uzorkovanja 

- datum 

- vrstu uzorkovanja 

Fitoplanktonsku mrežu provučemo nekoliko puta kroz vodu da obuhvatimo cijeli 

stupac vode. Filtrat stavljamo u epruvetu i fiksiramo formalinom. 

U laboratoriju pristupiti determinaciji taksona ili vrsta pomoću ključa za 

determinaciju (Dambska 1976; Lazar 1960; Lazar 1965; Lazar 1966; Lazar 1969; 

Hustedt 1959). Upotrijebiti protokol za determinaciju (Tablica 5). 

Determinacija za kvalitativnu analizu može se vršiti pomoću klasičnog 

predmetnog stakalca (ne mora se stavljati pokrovnica). Uzorak filtrata se dobro 

promućka i uzme pipetom te stavi na predmetno stakalce. 

60

Tablica 4: Protokol za fitoplankton 

Lokacija: Ime vode: 

Datum: 

Sat: 

Terenska mjerenja: 

Temperatura vode: 

Prozirnost (Secchi): 

Protok: 

Uzimanje uzoraka fitoplanktona: 

Dubina: površina 0,5 m 1 m m Metoda uzorkovanja: 

Lokacija uzorkovanja: Kvalitativna 

lijeva strana desna strana sredina Promjer mrežice: µm 

Komentar: Kvantitativna 

Provjeri sva mjerenja i uzorkovanja! 

Uzorkovanje izvršio: Datum: 

Tip opreme: 

61

Tablica 5: Protokol za determinaciju 

Vrsta odreñivanja: kvalitativno* kvantitativno** 

Uzorak:_________ Lokacija:____________ Datum uzorkovanja: ___________ 

Površina brojanja: 

Vrsta komore: 

Količina (volumen) uzorka: 

Vrsta, rod ili porodica Broj 

* za potrebe kvalitativne analize nije potrebno ispuniti rubrike na lijevoj strani, niti brojati individue 

** za potrebe kvantitativne analize, ispuniti ostale rubrike 

62

Vježba 3: Kvantitativno uzorkovanje i determinacija fitoplanktona 




Protokol za fitoplankton (Tablica 4) 

Jedan od dostupnih tipova boca ili zamki za fitoplankton 


Formalin 4% ili Lugolova otopina 

Postupak: 



napisati: 


- datum 


Na nekoliko dubina u jezeru uzimamo uzorke fitoplanktona. Filtrat stavljamo u 

epruvetu i fiksiramo formalinom ili Lugolovom otopinom. 




Determinacija za kvantitativnu analizu mora se vršiti pomoću jedne od prethodno 

opisanih komorica. 

63




Vježba 4: Uzorkovanje i determinacija perifitona 

Protokol za perifiton (Tablica 6) 

Četkica za zube ili slična četkica 

PVC cijev za skupljanje uzoraka na tvrdom i nepomičnom supstratu 

Petrijeva posuda ili slična posudica za ispiranje supstrata 

Pipeta 

Boca sa destiliranom vodom 

Boca sa širim otvorom za uzimanje uzoraka sa biljnog supstrata 

Ravnalo ili sl. za mjerenje površine sa koje smo uzeli uzorak 

Posuda u koju stavljamo uzorke 


- ako uzorke uzimamo sa umjetnih supstrata, tada još trebamo i prilagoñeni 

perifitometar. 

Postupak: 


Na epruvetu ili posudu u koju stavljamo uzorke sa vodootpornim flomasterom 

napisati: 


- datum 

- tip supstrata sa kojeg je uzet uzorak 

Uzorke uzeti sa svih raspoloživih supstrata. Staviti ih u posudu i fiksirati 

formalinom ili Lugolovom otopinom. 




Determinacija za kvantitativnu analizu algi mora se vršiti pomoću jedne od 

prethodno opisanih komorica. 

64

Determinacija diatoma nastupa nakon postupka oksigenacije: 

1. Odpipetiraj 5 – 10 ml koncentriranog fiksiranog uzorka nakon što je 

izmućkan. Očisti (oksidiraj) uzorak za analizu diatoma 

Metoda za oksidaciju (čišćenje) diatoma 

METODA 1 

1. Staviti 5-10 ml fiksiranog uzorka u tikvicu 

2. Dodati tovoljno nitratne ili sulfatne kiseline da proizvede jaku toplinsku reakciju (koristiti zaštitnu odjeću i 

sigurno posuñe) 

3. Ostavi uzorak da oksidira preko noći 

4. Napuni tikvicu sa destiliranom vodom 

5. Čekaj 1 sat za svaki centimetar vode koja se napuni u tikvicu 

6. Iscrpi sa pipetom talog i dopuni tikvicu sa destiliranom vodom. To se radi tako da se talog iscrpljuje iz sredine 

vodenog stupca kako se ne bi zahvatilo alge koje se talože na rubovima tikvice i na površini otopine. 

7. Ponavljaj korake od 4 do 6 sve dok se ne obezboji i uzorak postane čist. 

METODA 2 

1. Pripremi uzorak kao u točci 1 prethodne metode, ali upotrijebi 50% H2O2 umjesto kiselina 

2. Dozvoli da se uzorak oksidira preko noći, i tada dodaj 0.1 g K2Cr2O7 (To će uzrokovati termičku reakciju, 

upotrijebi poklopac sa otvorom u obliku cijevi, sigurnosno staklo i zaštitnu odjeću) 

3. Kada je boja uzorka promijenjena iz ljubičaste u žutu i kada se otopina ohladila, napuni tikvicu sa destiliranom 

vodom 

4. Čekaj 4 sata, iscrpi sa pipetom talog, i ponovo napuni tikvicu sa vodom. To se radi tako da se talog iscrpljuje iz 

sredine vodenog stupca kako se ne bi zahvatilo alge koje se talože na rubovima tikvice i na površini otopine. 

5. Ponavljaj korak 4 sve dok se otopina ne obezboji i uzorak postane čist. 

2. Nakon što su diatome očišćene, potrebno je napraviti trajne preparate sa 

Naphrax ili sličnim fiksativom. Ne zaboraviti staviti oznake o kojim se 

preparatima radi 

Priprema trajnih preparata sa Naphrax fiksativom: 

1. Stabiliziran uzorak odpipetirati na predmetno stakalce. 

2. Ostaviti preko noći da se osuši 

3. Zagrijati uzorak i staviti nekoliko kapi Naphrax fiksativa 

4. Kada Naphrax počne kipiti, postavlja se pokrovnica tako da se ne naprave mjehurići zraka 

5. Kada se uzorak ohladi, spreman je za upotrebu 

3. Identificiraj i izbroji diatome do najnižeg taksonomskog stupnja pod uljno 

imerznim i fazno kontrastnim mikroskopom na povećanju od 1000 x. 

65

Tablica 6: Protokol za perifiton 

Ime rijeke ili potoka: 

Istraživač: 

Datum: 

Sat: 

Tip supstrata 

Tip staništa 

Uzimanje uzoraka 

Komentar 

Procijeni obilje: 0 = nije prisutno 

1 = rijetko (< 5%) 

2 = često (5 %– 30%) 

3 = obilno (30% - 70%) 

4 = dominantno (> 70%) 

Perifiton 

Filamentne alge 

Makrofite 

Razlog uzorkovanja: 

Lokacija: 

Postaja: 

Označi koliko % pojedinog supstrata se nalazi na lokaciji 

Sitni pijesak, mulj ___% Krupno kamenje ____% 

Šljunak ______% Makrofita, korijenje ____% 

Grane, palo drveće _____% Stijene ____________% 

Označi %: 

Dijelovi vodotoka sa plitkom i brzom vodom (eng. riffle) ______% 

Dijelovi vodotoka sa dubokom i brzom vodom (eng. run) _____% 

Bazen (eng. pool) ___________________________________% 

Vrsta opreme koja je upotrijebljena: 

četkica PVC cijev _________ 

Kako su uzimani uzorci: 

sa obale iz čamca _________ 

Ako su uzorci uzimani sa prorodnih supstrata, označi koliko % je uzeto sa 

pojedinog supstrata: 

Sitni pijesak, mulj ___% Krupno kamenje ____% 

Šljunak ______% Makrofita, korijenje ____% 

Grane, palo drveće _____% Stijene ____________% 

0 1 2 3 4 

0 1 2 3 4 

0 1 2 3 4 

Makroavertebrata 

Ribe 

0 1 2 3 4 

0 1 2 3 4 

66

Vježba 5: Pantle – Buckov indeks saprobnosti 

Nakon što smo izvršili determinaciju fitoplanktona i perifitona (dovoljna je 

kvalitativna analiza), potrebno je procjeniti gustoću prema tablici 7. 

Tablica 7: Procjena gustoće bioindikatora za izračunavanje indeksa saprobnosti: 

OCJENA GUSTOĆE 

OBRAŠTAJ (niže biljke) 

(BROJ I OPIS) 

(RELATIVNA ZASTUPLJENOST %) 

1 – pojedinačno, rijetko 1 – 10 

3 – srednje > 10 – 75 

5 – masovno > 75 – 100 

Za svaki analizirani uzorak mikrofitobentosa izračuna se indeks saprobnosti (S) 

prema formuli: 

Σ( 

sh) 

S = 

Σh 




Da bi dobili indeks saprobnosti, stupanj zastupljenosti i zastupljenost, koristimo 

"Indeks za limnosaprobitet" (Wegl, 1983). 

Primjer: 

VRSTA h s sh 




Σ( 

sh) 

S = = 

Σh 

21 

9 

= 

2, 

3 

Nakon što smo odredili indeks saprobiteta, pristupamo odreñivanju klase 

kvalitete vode prema tablicama. Tablica 8 označava interpolaciju P-B indeksa 

saprobnosti u sustav od 5 klasa kvaliteta voda. U tablici 9 mogu se vidjeti klase 

kvalitete voda prema vrijednosti indeksa saprobnosti. 

67

Tablica 8. Interpolacija P-B indeksa saprobnosti u sustav od 5 klasa kvalitete 

voda 

KLASA 


KLASA 

INDEKS 


I I + I – II 1,0 -

Postupak u laboratoriju 

Potreban pribor: 

- tarionik 

Vježba 6: Klorofil a 

- centrifuga, epruvete za centrifugiranja 

- aparatura za vaakum filtraciju 

- pipete 

- spektrofotometar λ = 664, 665, 750 nm; kiveta 10 mm 

Reagensi: 

1. Zasićena otopina MgCO3 

- 1 g fino usitnjenog MgCO3 otopi se u 100 ml destilirane vode 

2. 90% vodena otopina acetona 

- 90 ml acetona razrijedi se sa 10 ml otopine MgCO3 

3. HCl (0,1 N) 

Postupak: 

1. Uzorak treba profiltrirati što je prije moguće, a ako nismo u mogućnosti, 

uzorak staviti na ledu ili 4 °C 

2. Uzorak se ukoncentrirava filtracijom lagano protresenog uzorka pomoću 

NISKOG vaakuma (ne veći od 20kPa) kroz filtar od staklenih vlakana 

(Whatman Glass microfibre filter). Volumen uzorka za filtriranje V2 je onaj 

volumen koji smo uzeli na terenu (1 l ili više litara) 

3. Filtar sa uzorkom se pažljivo prenese u tarionik, dodamo 5 ml vodene 

otopine acetona i maceriramo dok se filtar potpuno ne raspadne (ili u 

usitnjivaču 1 min na 500 o/min) 

69

4. prenesemo uzorak u graduiranu epruvetu, isperemo tarionik s 5 ml 

vodene otopine acetona i nadopunimo do željenog volumena. 

5. Izbistrimo uzorak centrifugiranjem 20 min na 500 g (2000 o/min) 

6. Ostavimo da uzorak stoji na 4°C u mraku najmanje 2, a najviše 24 sata. 

7. Zabilježimo volumen filtrata (supernatanta) V1 

Pristupamo spektrofotometriji 

Prvo na spektrofotometru očitamo standard (to nam je vodena otopina acetona 

sa MgCO3) na 750 nm, dok se ne pojavi vrijednost 0. 

Stavimo uzorak sa klorofilom u kivetu i očitamo ga na 750. Vrijednost koju 

dobijemo trebala bi biti 0. Ako je vrijednost veća, zabilježimo je te nju kasnije 

odbijemo od vrijednosti dobivene na 664 nm. 

Spektrofotometar stavimo na 664 nm. Opet se prvo očitava standard. Kasnije u 

kivetu stavimo uzorak te se očita vrijednost. 

Pristupamo zakiseljavanju da razbijemo molekule klorofila. Ostaje samo 

phaeophytin. On se očitava na 665 nm. Prvo opet očitamo standard, a zatim 

uzorak nakon zakiseljavanja. Očitamo vrijednost. Ova vrijednost treba biti manja 

od očitanja na 664 nm. Ako je vrijednost veća, tada moramo ponoviti cijeli 

proces. 

Pristupamo izračunavanju rezultata: 

( OD664 

OD665) 

26, 7 − 

Klorofil a = 

V xL 

Phaeophytin 

2 

xV 

[ 1. 

7( 

OD665) 

OD664] 

26, 7 

− 

a = 

V xL 

2 

1 

xV 

1 

70

2.2. Zooplankton 

Glavninu slatkovodnog zooplanktona čine skupine Rotatoria (kolnjaci), 

planktonski račići Cladocera (rašljoticalci) i Copepoda (veslonošci). Od ostalih 

skupina životinja u slatkovodnom zooplanktonu mogu se susresti Protozoa, jaja 

riba, ličinke riba, školjkaša, kukaca i dugoživci. 

Za slatkovodni zooplankton karakteristične su vertikalne migracije. Skupine 

Cladocera i Copepoda pokazuju pravilne migracije po dubini tijekom 24 sata, 

dolazeći u površinske slojeve tijekom noći i spuštajući se za vrijeme dana u 

dublje slojeve vode. Skupina Rotatoria ne podliježe ovakvim dnevnim ritmovima. 

Pretpostavlja se da se plankton zadržava na onoj dubini na kojoj mu je optimalna 

količina svjetla. 

Rotatoria (kolnjaci) spadaju u koljeno Aschelmintes (oblenjaci) i jedna su od 

najrasprostranjenijih životinjskih skupina. Veličina tijela je od 40 µm do 3 mm, ali 

je najčešće izmeñu 150 i 400 µm. Najveći broj kolnjaka je proziran, a obojeno je 

samo crijevo ili sadržaj crijeva (Slika 46). 

Slika 46: Rotifera – Branchionus sp. 

71

Skupina planktonskih račića Cladocera i Copepoda (Arthropoda – Crustacea), 

uglavnom pripada veličinskoj kategoriji makrozooplanktona (od 1-5 mm). Neke 

vrste Cladocera (Bosmina, Chidorus), juvenilni oblici Cladocera i ličinke 

Copepoda (naupliji i kopepoditi), zbog znatno manje veličine pripadaju manjim 

veličinskim kategorijama. 

Skupine Cladocera i Copepoda provode cijeli svoj životni vijek u slobodnoj vodi 

te se zbog ovakvog načina života ubrajaju u pravi plankton (holoplankton) (Slika 

47 i 48). 

Slika 47: Copepoda – Cyclops sp. 

Slika 48: Cladocera – Bosmina longirostris 

72

2.2.1. Izbor mjesta uzorkovanja zooplanktona 

Zooplankton je vrlo važan u hranidbenoj mreži jer je važna riblja hrana i hrana za 

predatorni makrozoobentos, a oni su predatori na alge, bakterije, protozoe i 

ostale makrozoobentos. 

Pojavljuju se u gotovo svim jezerima, rijekama i morima, a manje su važni u 

rijekama jer se ne mogu razvijati u tekućim vodama. 

Vrlo su osjetljivi na promjene okolišnih uvjeta, kao što su unos hranjiva, 

zakiseljavanje vode ili povećanje riblje populacije, pa se to odražava na njihovo 

obilje, raznolikost vrsta i kompoziciju zajednica. Brzo reagiraju na takve uvjete jer 

većina vrsta ima kratak životni vijek (jedan dan do nekoliko tjedana). 

Prilikom izbora mjesta uzorkovanja, potrebno je voditi računa da je zooplankton 

rasprostranjen i horizontalno i vertikalno u stajaćim, a i tekućim vodama. Da bi 

kvalitetno odredili mjesta uzorkovanja, to radimo kao i prilikom uzorkovanja 

fitoplanktona (Slika 32 i 38). 

Distribucija i migracija zooplanktona je vertikalna i obično je suprotna nego 

fitoplanktona. Zooplankton se danju nalazi na većoj dubini, a noću na površini 

vode. Zbog toga je za kontinuirano uzorkovanje važno da se uzorci uzimaju u 

isto doba dana kako bi se mogla odrediti distribucija pojedinih vrsta 

zooplanktona. Osim toga, velike su varijacije u gustoći populacija i kompoziciji 

vrsta u pojedinim sezonama. Kod ponekih vrsta, odrasli oblici se pojavljuju samo 

nekoliko puta kroz godinu i ovisni su o temperaturi vode. Zbog toga je potrebno 

pažljivo odrediti kontinuitet uzorkovanja. Preporučljivo je da to bude barem dva 

puta mjesečno. 

I drugi faktori utječu na sastav zooplanktona. Osim temperature, važni su i 

svjetlost, fizikalno kemijske osobine, dostupnost hrane i predacija od strane riba i 

makrozoobentosa. 

73

2.2.2. Metode uzorkovanja zooplanktona 

Prikupljanje zooplanktona za odreñivanje njihova kvalitativnog sastava vrši se 

različitim vrstama planktonskih mreža. Napravljene su u obliku stošca na čijem 

kraju se nalazi metalni lijevak s preklopnim ventilom. Materijal od kojeg je mreža 

napravljena je mlinarska svila čiji promjer pora ne bi smio biti manji od 75 µm 

(Slika 49). 

Slika 49: Planktonska mreža 

Uzorke za kvalitativnu analizu prikupimo na taj način da povučemo mrežicu 

nekoliko puta kroz vodu te sadržaj iscijedimo u epruvetu. Ovom analizom 

ustanoviti ćemo koje su sve vrste prisutne u vodi. 

Prikupljanje zooplanktona za potrebe kvantitativnih analiza, vrši se pomoću boca 

sličnih kao i za prikupljanje fitoplanktona (Slika 50). Namijenjene su za uzimanje 

odreñenog volumena vode sa točno odreñene dubine. 

74

Slika 50: Boca za uzimanje uzoraka zooplanktona 

Za uzimanje uzoraka zooplanktona u plićim vodama, npr. u gusto obraslim 

rubovima jezera, koriste se električne pumpe s gumenom cijevi čiji se ulazni 

otvor postavi izmeñu vodenog bilja. 

Prikupljeni uzorci vode zajedno s planktonskim organizmima filtriraju se kroz 

planktonsku mrežicu, a filtrat se pohranjuje u 2 % formaldehidu. 

Uzorci za kvantitativnu analizu se uzimaju tako da provučemo vodu iz poznatog 

volumena kroz planktonsku mrežu. Sadržaj filtrata stavimo u baždarenu epruvetu 

kako bi kasnije mogli izračunati koliko jedinki se nalazi u 1 l vode. Ovaj izračun 

vršimo prema slijedećoj formuli: 

Broj organizama u 1 ml x 1000 

Broj organizama u litri vode = 

Faktor koncentracije 

Volumen filtrirane vode 


= 

Volumen koncentrata 

( ml) 

( ml) 

Na taj način odreñujemo koliko se pojedinih vrsta nalazi u litri vode. 

75

2.2.3. Odreñivanje biomase zooplanktona 

Sekundarnu produkciju čine životinjski organizmi koji u prehrambenom lancu 

predstavljaju primarne konzumente. Glavninu sekundarne produkcije u kopnenim 

vodama čine planktonski organizmi koji se po veličini tijela dijele na 

mikrozooplankton (od 50 µm do 500 µm) i makrozooplankton (od 500 µm do 5 

mm). Skupine Rotatoria i Protozoa glavni su predstavnici mikrozooplanktona, dok 

su Cladocera i Copepoda glavni predstavnici makrozooplanktona. Biomasa 

mikrozooplanktona i makrozooplanktona govori direktno o intenzitetu sekundarne 

produkcije, a time ukazuje i na intenzitet primarne produkcije. 

Postoji nekoliko načina izračunavanja biomase. Može se izraziti količinom 

fosfora, dušika ili bjelančevina u biomasi makrozooplanktona. To su složeni 

postupci, a donose približno iste rezultate kao i izražavanje "svježe" ili "suhe" 

biomase. Svježa masa se izračunava iz volumena pojedine jedinke. Suha masa 

se izračunava tako da se ukloni sva voda sušenjem na 105 °C . Suha masa može 

se odrediti i pomoću regresijskih jednadžbi, odnosno dužinsko masenim 

odnosima za svaku pojedinu vrstu zooplanktona. 

2.2.4. Odreñivanje trofije vode pomoću planktonskih račića 

Bioprodukciju vode moguće je procijeniti na više načina. Jedan od načina je 

analiza biomase i strukture Cladocera i Copepoda. U jezerima sa niskim 

stupnjem trofije vode broj vrsta je velik (8-11), dok je u jezerima sa visokim 

stupnjem trofije broj vrsta mali (3-4). 

Stupanj trofije vode odreñuje se u doba intenzivne produkcije i to od svibnja do 

listopada. Za odreñivanje stupnja trofije pomoću zooplanktona, 

makrozooplanktonski račići se mogu svrstati u tri skupine (Karabin 1985): 

76

I. Predstavnici nižih stupnjeva trofije (mezotrofno stanje jezera): 

Heterocope appendiculata 

Bosmina berolinensis 

Bythotrophes longimanus 

Daphnia longospina hyalina var. galeata 

Daphnia cristata 

Daphnia cuculata 

II. Predstavnici eutrofnih ili politrofnih jezera 

Mesocyclops leucarti 

Mesocyclops oithonoides 

Chydorus sphaericus 

Diaphanosoma brachyurum 

Bosmina longirostris 

Bosmina Coregoni 

III. Predstavnici čija prisutnost ne može ukazivati na povećanu niti smanjenu 

trofiju: 

Eudiaptomus graciloides 

Eudiaptomus gracilis 

Leptodora kindtti 

Bosmina crossicornis 

Mesocyclops crassus 

Ceriodaphnia quadrangula 

Daphnia longospina hyalina var. pellucida 

Limnocalanus macrurus 

Polyphemus pediculus 

Acanthocyclops viridis 

Cyclops kolensis 

Daphnia pulex 

Na osnovi udjela biomase bioindikatora i to iz II skupine moguće je izračunati 

stupanj trofije. To vrijedi samo za stratificirana jezera. 

Biomasa II skup. 

planktonskih račića 

Stupanj trofije 

< 25 Mezotrofno 

25 – 60 Mezotrofno eutrofno 

> 60 eutrofno 

77

2.2.5. Raznolikost zajednica 

Kao i kod makrozoobentosa (poglavlje 3.5), i prema pojedinim vrstama ili 

skupinama zooplanktona moguće je odrediti raznolikost zajednica i udaljenost 

pojedinih biotopa. Raznolikost zajednica moguće je odrediti putem mnogobrojnih 

indeksa, a neki od njih su: indeks raznolikosti (d), Simpsonov indeks raznolikosti 

(D) i Shanon – Wienerov indeks raznolikosti (H). Kako bi se ustanovila sličnost 

pojedinih biotopa i meñusobno ustanovile njihove udaljenosti, koristimo: 

Kvocijent sličnosti (QS), Jaccardov indeks (I) i Indeks sličnosti po Sorenesenu 

(I) 

78

2.2.5. VJEŽBE - ZOOPLANKTON 

79

Vježba 1: Prepoznavanje glavnih skupina zooplanktona 

Ako su prisutni neki od ovih organizama u promatranom uzorku, radi se o 

zooplanktonu: 

AKO JE: 

1. Organizacija tijela jednostanična 

ILI 

2. Organizacija tijela višestanična 

DALJE 

CILIATA 

80

AKO JE: 

1. Nisu prisutna ticala, na glavi trepetljikavi prstenom (trepčanik) i tijelo oklopljeno 

u ljušturicu 

2. Ticala prisutna 

DALJE 

ROTIFERA 

81

AKO JE: 

1. Nastavci su tanki, tijelo oklopljeno u ljušturu, oblik tijela kao u ptica 

2. Tijelo nije oklopljeno u ljušturu, vidljiva segmentacija tijela, tijelo izduženo, 

prisutni nastavci za plivanje 

CLADOCERA 

COPEPODA 

82

Vježba 2: Kvalitativno uzorkovanje i determinacija zooplanktona 




Protokol za zooplankton (Tablica 10) 

Planktonska mreža Ø 75 µm 


Formalin 4% 

Postupak: 



napisati: 


- datum 


Planktonsku mrežu provučemo nekoliko puta kroz vodu da obuhvatimo cijeli 

stupac vode. Filtrat stavljamo u epruvetu i fiksiramo formalinom. 


determinaciju (Voigt i Koste, 1978; Vrebčević, 1996; Mellanby, 1963). Upotrijebiti 

protokol za determinaciju (Tablica 5, str. 62). 

Determinacija za kvalitativnu analizu može se vršiti pomoću klasičnog 

predmetnog stakalca sa udubinom (ne mora se stavljati pokrovnica). Uzorak 

filtrata se dobro promućka i uzme pipetom te stavi na predmetno stakalce. 

83

Tablica 10: Protokol za zooplankton 

Lokacija: Ime vode: 

Datum: 

Sat: 

Terenska mjerenja: 

Temperatura vode: 

Prozirnost (Secchi): 

Protok: 

Uzimanje uzoraka zooplanktona: 

Dubina: površina 0,5 m 1 m m Metoda uzorkovanja: 

Lokacija uzorkovanja: Kvalitativna 

lijeva strana desna strana sredina Promjer mrežice: µm 

Komentar: Kvantitativna 

Provjeri sva mjerenja i uzorkovanja! 

Uzorkovanje izvršio: Datum: 

Tip opreme: 

84

Vježba 3: Kvantitativno uzorkovanje i determinacija zooplanktona 




Protokol za zooplankton (Tablica 10) 

Jedan od dostupnih tipova boca ili zamki za zooplankton ili PVC cijev s kojom ćemo 

uzeti uzorak s točno odreñene dubine (ako je to nedostupno, uzeti kantu izmjerenog 

volumena – nije preporučljivo, ali dovoljno za semikvantitativnu analizu) 

Baždarena epruveta ili posuda u koju stavljamo filtrat 


Postupak: 


Na epruvetu ili posudu u koju stavljamo filtrat sa vodootpornim flomasterom napisati: 


- datum 


Na nekoliko dubina u jezeru uzimamo uzorke zooplanktona. Filtrat stavljamo u epruvetu i 

fiksiramo formalinom ili Lugolovom otopinom. Sadržaj filtrata stavimo u baždarenu 

epruvetu kako bi kasnije mogli izračunati koliko jedinki se nalazi u 1 l vode. 

U laboratoriju pristupiti determinaciji taksona ili vrsta pomoću ključa za determinaciju 

(Voigt i Koste, 1978; Vrebčević, 1996; Mellanby, 1963). Upotrijebiti protokol za 

determinaciju (Tablica 5, str 62). Determinaciju i brojanje organizama vršimo na 

klasičnom predmetnom stakalcu sa udubinom, s time da je potrebno u okularu imati 

mrežicu za brojanje. 

Ovaj izračun vršimo prema slijedećoj formuli: 

Broj organizama u 1 ml x 1000 

Broj organizama u litri vode = 


Volumen filtrirane vode 


= 

Volumen koncentrata 

( ml) 

( ml) 

Na taj način odreñujemo koliko se pojedinih vrsta nalazi u litri vode. 

85

Vježba 4: Odreñivanje raznolikosti zajednica 

Raznolikost zajednica odreñivat će se isto kao i kod makrozoobentosa, i to: 

Indeks raznolikosti (d) (Vjezba 6 str 120) 

Simpsonov indeks raznolikosti (D) (Vježba 7, str.121 ) 

Shanon – Wienerov indeks raznolikosti (H) (Vježba 8, str. 122) 

Kako bi se ustanovila sličnost pojedinih biotopa i meñusobno ustanovile njihove 

udaljenosti, koristimo: 

Jaccardov indeks (Sj) (Vježba 9, str. 123) 

Indeks sličnosti po Sorenesenu (Ss) (Vježba 9, str.123) 

86

3. MAKROZOOBENTOS 

Ovisno kakav je odnos organizma prema podlozi, razlikujemo pokretni (vagilni) i 

pričvršćeni (sesilni) bentos. 

On je zastupljen biljnim i životinjskim organizmima, pa razlikujemo fitobentos i 

zoobentos. Zoobentos dalje možemo podijeliti na zoobentos slatkih i slanih voda. 

Zoobentos sačinjavaju predstavnici gotovo svih skupina slatkovodnih životinja koje 

žive u bentalu, manje ili više ukopane u mulj ili se zadržavaju na bilju, kamenju ili 

drugim predmetima u vodi. Ovdje su opisane opće karakteristike nekih od 

značajnijih predstavnika zoobentosa koje nalazimo u našim vodama. 

TURBELLARIA – VIRNJACI 

Virnjaci su predstavnici kopnenih i morskih voda, a ima ih i kopnenih oblika. Za 

stajaće i tekuće vode karakteristični su redovi Tricladida (Slika 51), Rhabdocoela 

i Alloeocoela. 

MOLLUSCA - MEKUŠCI 

Gastropoda - puževi 

Slika 51: Dendrocoelum lacteum 

Ova skupina mekušaca je daleko najbogatija vrstama, a dobro je zastupljena u 

moru, kopnenim vodama i na kopnu. Osnovna karakteristika im je nesimetrično 

tijelo i spiralno savijena kućica. 

Slatkovodni puževi prilično su aktivne životinje, koje se kreću pomoću mišićavog 

stopala po kamenju i bilju hraneći se uglavnom prevlakama zelenih algi koje 

87

prekrivaju predmete. U potocima i rijekama dolaze predstavnici dvaju podrazreda: 

prednjoškržnjaci (Prosobranchia) i plućnjaci (Pulmonata) (Slika 52 i 53). 

Plućnjaci uglavnom preferiraju stajaće ili slabo tekuće vode, a neke vrste su prilično 

otporne na zagañenje. To je zbog toga što udišu atmosferski zrak, iz kojeg u dijelu 

plaštane šupljine pomoću mreže krvnih žila izdvajaju kisik. Prednjoškržnjaci 

uglavnom dolaze u tekućim vodama s puno kisika. 

Slika 52: Bythinia tentaculata Slika 53: Ancylus fluviatilis 

Bivalvia – školjkaši 

Većina predstavnika ove skupine mekušaca živi u moru, dok ih je u kopnenim 

vodama relativno malo. Kopnenih oblika nema. Tijelo je bilateralno simetrično i 

smješteno unutar dviju ljuštura (Slika 54). 

Svi odrasli školjkaši žive u bentalu gdje uglavnom provode polusjedilački način 

života. Zbog filtracijskog načina prehrane značajnu ulogu imaju u održavanju 

kvalitete vode. 

88

ANNELIDA - KOLUTIĆAVCI 

Oligochaeta – maločetinaši 

Slika 54: Anodonta cygnea 

Ova skupina kolutičavaca ima potpunu unutarnju i vanjsku kolutićavost. Većina 

maločetinaša su kopnene životinje prilagoñene na najrazličitija staništa. Takoñer 

veliki broj vrsta živi u vodama, od kojih neke vrste mogu živjeti i u moru i u 

kopnenim vodama, a druge su ograničene bilo na more bilo na kopnene vode. Osim 

toga mnoge kopnene vrste su amfibijske tj. mogu živjeti i na kopnu i u vodi 

(Lumbricidae, Enchytraeidae). 

Predstavnici ovog razreda vrlo dobro su zastupljeni u svim tipovima kopnenih voda 

kako brojem vrsta tako i gustoćom populacija. Guste populacije nekih maločetinaša 

(npr. Tubifex tubifex) javljaju se u organski onečišćenim vodama gdje je 

onemogućen opstanak mnogim drugim vrstama životinja (Slika 55). 

Slika 55: Tubifex tubifex 

89

Hirudinea – pijavice 

Od maločetinaša ih razlikujemo po prijanjalkama na prednjem i stražnjem kraju 

tijela, te po tome što nemaju čekinja (Slika 56). 

Zbog načina prehrane, usta su im različito grañena. Kod nekih su u obliku rila, a 

neke imaju čeljusti kojima pregrizaju kožu žrtve. Većina pijavica sišu krv i druge 

tjelesne tekućine, a ostale su mesojedi koji se hrane maločetinašima, puževima, 

ličinkama kukaca i dr. Sva pijavice mogu preživjeti duže vrijeme bez hrane. Nemaju 

posebne organe za disanje već dišu cijelim tijelom. Uglavnom žive u kopnenim 

vodama, a malo ih živi u vlažnoj zemlji i moru. 

Slika 56: Glossiphonia complanata 

90

ARTHROPODA - ČLANKONOŠCI 

Crustacea – rakovi 

Predstavnici ove skupine životinja uglavnom dolaze u vodenom biotopu, a samo 

mali broj vrsta živi na kopnu. Oko čitavog tijela epiderma izlučuje hitinsku kutikulu 

koja je često kalcificiranai čini jak egzoskelet na kojem često izrastu dlake, četine i 

bodlje. Zbog takvog tvrdog vanjskog skeleta raci ne mogu kantinuirano rasti već se 

rast odvija neposredno nakon presvlačenja kada je novi oklop još mekan. 

Jedan dio rakova živi u bentalu, ali ima dosta i planktonskih oblika (Copepoda, 

Cladocera), koje su glavna hrana ribama i drugim životinjama. Mnogi se rakovi 

hrane biljnim planktonom, živim ili uginulim životinjama, a ima i biljojeda. 

Predstavnici ovog razreda dobro je zastupljen u kopnenim vodama, no dok u 

stajaćim vodama dolazi velik broj vrsta, u tekućicama je broj karakterističnih vrsta 

malen (Slika 57, 58 i 59). 

Slika 57: Astacus astacus Slika 58: Asellus aquaticus Slika 59: Gammarus fossarum 

Insecta – kukci 

Ovom razredu beskralježnjaka pripada više od 70% svih poznatih životinjskih vrsta, 

a zbog svoje velike brojnosti i rasprostranjenosti spadaju u najvažnije članove 

mnogih životnih zajednica. Meñu kukce ubrajamo sve životinje koje imaju jedan par 

ticala i tri para člankovitih nogu. Veliku većinu kukaca karakteriziraju i dva para krila. 

Kukci koji ni u jednom stadiju razvoja nemaju krila nazivamo beskrilci Apterigota, a 

svi ostali, kojih je velika većina, jesu krilaši Pterigota. 

91

Kukci su u prvom redu kopnene životinje, a samo kod malog broja vrsta svi razvojni 

stadiji žive u vodi. Mnogo češće samo stadiji ličinke i pupe žive u vodi a odrasli su 

prave kopnene životinje. 

Ovdje su navedeni najznačajniji redovi kukaca čiji je životni ciklus vezan uz vodu. 

1. Heteroptera – raznokrilci 

Ovaj red kukaca razlikujemo od ostalih po nastavku u obliku kljuna na prednjoj 

donjoj strani glave (Slika 60). Odrasli kukci obično imaju dva para krila, ali zbog 

načina života došlo je do različitih promjena. Na prednjim krilima gornji dio je 

hitiniziran, a donji opnenast. Stražnja krila cijela su opnenasta. Hrane se biljnim, 

izuzetno životinjskim sokovima, pa su im usni organi prilagoñeni za bodenje i 

sisanje. Ličinke su jako nalik na odrasle. Razvijaju se nepotpunom preobrazbom 

kod koje nema stadija kukuljice. 

2. Coleoptera – kornjaši 

Slika 60: Nepa cinerea 

Predstavnici ovog reda većinom su stanovnici kopna, a samo kod nekih porodica 

svi razvojni stadiji žive u vodi. Tijelo im je obično obavijeno hitinom, pa je tvrdo i 

sjajno (Slika 61). Ličinke se jako razlikuju od odraslih, a redovito imaju organe za 

grizenje. Hrane se slično kao i odrasli, tj. biljnom hranom, strvinama ili su grabežljivi. 

Ličinke koje žive u vodi mogu plivati ili hodaju po dnu (Slika 62). 

92

Slika 61: Deronectes latus – imago Slika 62: Gyrinidae sp. - ličinka 

3. Diptera – dvokrilci 

U ovaj red kukaca spadaju mali do srednje veliki kukci, koji su prekriveni tankom 

kutikulom. Kod njih postoji samo prvi par krila, a od stražnjih su ostali samo 

neznatni ostaci. Ličinke se jako razlikuju od odraslih i razvoj se odvija preko 

potpune preobrazbe. Većina dvokrilaca ima pokretne slobodne kukuljice koje često 

mogu plivati. Ličinački stadiji mnogih vrsta ovog reda žive u kopnenim vodama 

meñu kopnenim biljem, u naslagama pijeska i mulja. Neke vrste žive u posebnim 

cijevima izgrañenim od mulja i zrnaca pijeska (Slika 63). 

Slika 63: Chironomus thummi 

93

4. Megaloptera – muljari 

Kod odraslih jedinki ovog reda kukaca oba para krila su opnasta, velika i približno 

jednaka. Usnim organima za grizenje hvataju druge životinje kojima se hrane. 

Razvijaju se potpunom preobrazbom. Ličinke koje žive u vodi grabežljive su te 

pomoću posebnih kliješta isisavaju žrtve (Slika 64). Kukuljice su unutar zapretka, a 

cijeli razvoj traje godinu dana. 

5. Trichoptera – tulari 

Slika 64: Sialis lutaria 

Ličinke ovog reda kukaca čine znatan udio u makrozoobentosa u kopnenim voda 

(Slika 65). Prema izgledu tijela ličinke tulara dijelimo u dvije skupine: 

- prvu skupinu čine ličinke kod kojih je uzdužna os glave postavljena koso ili 

okomito na uzdužnu os tijela. Osim toga, grade prenosive kućice (tuljce) od biljnih 

ostataka, pijeska, sitnog šljunka i praznih ljuštura sitnih puževa školjkaša. 

- kod druge skupine uzdužna os glave nastavlja se na uzdužnu os tijela, a ličinke 

žive slobodno. Iznimno neke grade prenosive kućice, a neke pletu mrežu iz sekreta 

u kojem se zadržavaju i u isto vrijeme služe za lov. 

Slika 65: Hydropsyche sp. 

94

6. Odonata – vretenci 

Odrasle životinje ove skupine kukaca zadržavaju se u blizini vode love druge kukce. 

Krila su prozirna i uglavnom jednako velika. Prilikom leta svaki par krila radi 

zasebno, a kad miruju, ostanu raširena. Ženka polaže jaja u vodu iz kojih se 

razvijaju grabežljive ličinke. Trajanje ličinačkog stadija, ovisno o vrsti različito je, a 

obično se kreće od jedne do tri godine. Kroz to vrijeme ličinka se nekoliko puta 

presvlači. Kad završe razvoj, ličinke izañu iz vode i iz njih se razvije odrasla jedinka. 

Ličinke ovog reda kukaca žive u bentalu tekućih i stajaćih voda (Slika 66 i 67). Nalik 

su na odrasle kukce, grabežljive su i plijen hvataju preobraženom donjom usnom 

(hvatalo, krinka). 

Slika 66: Calopteryx virgo Slika 67: Gomphus vulgatissimus 

7. Plecoptera – obalčari 

Imago je tamne boje i nježnih opnastih krila koja su za mirovanja položena uz tijelo. 

U letu svaki par krila pokreće se zasebno. Ličinke su nalik na odrasle, samo što 

umjesto krila imaju krilne zametke. Uglavnom žive ispod kamenja na dnu čistih brzih 

tekućica (Slika 68). Većinom se hrane ličinkama drugih kukaca, kolutićavcima i sl., a 

rijetko biljnom hranom i detritusom. 

95

8. Ephemeroptera – vodencvjetovi 

Slika 68: Chloroperla sp. 

Važna karakteristika odraslih jedinki su zakržljali usni organi zbog čega se ne mogu 

hraniti, pa žive vrlo kratko. Zadržavaju se uz vodu i slabi su letači. U stadiju ličinke 

provedu jednu do četiri godine i pri tome se nekoliko puta presvlače (Slika 69). 

Nakon posljednjeg presvlačenja, iz vode izañe krilati oblik (subimago) koji se još 

jednom presvuče i tek tada postane razvijeni kukac. Takve pojave nema kod drugih 

skupina kukaca. 

Slika 69: Baetis rhodani 

96

3.1. Selekcija mjesta uzorkovanja 

Ako se uzorci iz rijeka ili jezera uzimaju nasumice, mjesta uzorkovanja mogu biti 

vrlo različita, a time i biomasa organizama može jako varirati. Stoga, potrebno je 

najprije snimiti situaciju, zabilježiti moguće izvore zagañenja, tipove supstrata, 

karakteristike riječnog toka ili jezera. Da bi se dobio kvalitetan uzorak potrebno je 

odrediti nekoliko postaja da se obuhvate svi tipovi supstrata. 

Važno je na istom mjestu gdje je uzet uzorak bentosa napraviti i kemijsku analizu 

vode. 

3.2. Metode uzorkovanja 

Metode uzorkovanja mogu se podijeliti na kvalitativnu, semikvantitativnu i 

kvantitativnu. 

Kvalitativna analiza služi kako bi se dobili podaci o prisutnosti ili neprisutnosti 

pojedinih organizama. Prednost ovakve analize je u tome što se uzorci mogu 

uzimati s bilo kakvim tipom opreme te se mogu obuhvatiti svi tipovi staništa. 

Nedostaci ovakvog uzorkovanja je u tome što se ne mogu dobiti precizni podaci 

o biomasi pojedinih organizama, a niti se takvi podaci mogu usporeñivati sa 

drugima. 

Semikvantitativna analiza je bazirana na metodama koje mjere uzorkovanje 

bentosa razinom utrošenog napora (vrijeme utrošeno po jednom staništu) ili kada 

oprema za kvantitativnu analizu nije upotrijebljena slučajnim odabirom. 

Kvantitativna analiza uključuje procjenu broja i biomase pojedinih taksona 

makrozoobentosa po jedinici površine ili volumena. Ova metoda daje informacije 

i o bogatstvu vrsta, distribuciji i produktivnosti individua unutar speciesa. 

Ponekad je vrlo teško koristiti ovu metodu kod onih vrsta koje se nalaze u vrlo 

velikoj biomasi. 

Za preciznije mjerenje i obradu rezultata, kod kvantitativne analize, potrebno je 

odabrati najmanje tri slučajna izbora lokacije na jednoj postaji. 

97

Uzorkovanje bentosa za potrebe kvantitativne analize može se izvršiti pomoću 

mnogobrojnih tipova dredža. 

Za uzimanje uzoraka u mekšim tipovima bentala najčešće se upotrebljava 

Ekmanova grabaljka (Slika 70). Na taj način uzimaju se uzorci u slatkovodnim 

rijekama i jezerima sa sporim tokom. Takav tip opreme je točno odreñene 

zapremine (15 x 15 x 15) i vrlo lako je izračunati biomasu organizama. 

Uzorkovanje se vrši na način da se dredža pusti u vodu, a sigurnosno uže se drži 

u rukama. Kada je dredža na dnu, pusti se glasnik (metalni uteg pričvršćen na 

uže) kako bi se dredža zatvorila zajedno sa uzorkom. 

Nakon što je uzet uzorak, potrebno ga je prosijati kroz sito, kako bi se odvojile 

životinje. Osim prosijavanja, postoji još metoda dodavanje otopine šećera, soli ili 

nekih kemijskih otopina, te na taj način životinje isplivaju na površinu. Neće 

isplivati jedino školjkaši, puževi i neki crvi koji se opet moraju ručno sakupiti. 

Životinje se fiksiraju u 4 %-tnom formalinu. 

Slika 70: Ekmanova grabaljka 

98

Na potocima i plitkim rijekama nije moguće koristiti prethodni tip opreme već se 

koriste mnogobrojne vrste dredža sa mrežicama. Najčešće se koristi Surberova 

dredža (Slika 71) i lebdeća mreža (Slika 72). Kod obje postoje prednosti i 

nedostaci. Surberovom dredžom možemo obuhvatiti samo supstrat manjih 

dimenzija, a uzorci bentosa biti će uzeti samo sa onih supstrata koje smo 

slučajno odabrali. Neće biti moguće obuhvatiti sve tipove supstrata koji se nalaze 

u riječnom toku. Pomoću lebdeće mreže uhvatiti ćemo bentos koji se nalazi u 

svakom tipu supstrata jer će u mrežu ulaziti životinje koje su trenutno aktivne. 

Nedostatak je u tome što se može dogoditi da bentos koji je vrlo čest bude samo 

rijetko uhvaćen (npr. tulari koji su vezani za podlogu). Takoñer, ova metoda 

zahtjeva da se čeka i do nekoliko sati dok uzorkovanje nije gotovo. Takoñer, 

dokazano je da se na taj način uhvati veća biomasa bentosa noću nego danju. 

Usprkos tome, dnevni uzorci su adekvatni kako bi se izrazili efekti zagañenja 

pojedinog potoka. 

Surberova dredža je grañena od dva kvadrata 30,5 cm veličine, povezana 

meñusobno. Jedan se nalazi na supstratu i označava površinu sa koje ćemo 

uzimati uzorak, a drugi drži mrežicu u koju ulaze organizmi. Postavlja se tako da 

je otvorena prema smjeru kretanja vode, kako bi organizmi nošeni strujom ostali 

unutar mrežice. Mrežica je veličine oka 0,35 mm. 

Prilikom postavljanja Surberove dredže, potrebna je pažljiva manipuliacija da se 

izbjegne nanošenje organizama u mrežicu koji se nalaze pored mjesta 

uzorkovanja. Nakon postavljanja mrežice, potrebno je rukama prevrnuti i očistiti 

svaki kamen te ga isprati vodom koja struji prema mrežici. Organizmi nošeni 

strujom će ostati zarobljeni unutar mreže. Potrebno je isprati sav materijal do 10 

cm dubine koji se nalazi na označenom mjestu uzorkovanja. 

Nakon sakupljanja uzorka, sve životinje fiksirati u 4 %-tnom formaldehidu. 

99

Lebdeća mreža 

Slika 71: Surberova dredža 

Tipična lebdeća mreža sastoji se od metalnog kvadratnog okvira 15 x 30 cm 

(0,045 m 2 ) na kojem se nalaze čelični nastavci. Ti nastavci se učvrste na dnu na 

5 cm dubine. Na kvadratni okvir je učvršćena mrežica koja može imati različitu 

veličinu oka, ovisno koje vrste organizama se love. Obično je mrežica veličine 

oka 0,595 mm za uzorkovanje makrozoobentosa. Mrežica je duljine 1.3 m. Na 

kraju mrežice nalazi se nastavak pričvršćen čeličnim prstenom koji se takoñer 

učvrsti na dnu. Kako bi se dobili detaljniji podaci, na svakoj postaji je potrebno 

staviti 4 mrežice. Dvije na 45 cm iznad dna, a dvije na 10 cm iznad dna. Mrežica 

se nikad ne postavlja u vodi koja je dublja od 3 m. 

Mrežica se postavlja u vodeni stupac na način da voda prolazi kroz mrežicu. 

Odredi se vremenski period koji će ona stajati u vodi, te se nakon vañenja 

organizmi pokupe i fiksiraju u 4-% tnom formalinu. 

Insekti koji su nošeni strujom vode distribuirani su u cijelom vodenom stupcu u 

plitkim potocima. Ako se radi o velikim rijekama, tada se nalaze bliže bentalu. 

Zna se da se pojedini organizmi (koji nisu pričvršćeni za podlogu) kreću od vrha 

do dna vodenog stupca, naročito za niskog vodostaja. Ovakvi tipovi mreža su 

100

korisni za sakupljanje makrozoobentosa koji aktivno ili pasivno ulazi u vodeni 

stupac. To se može dogoditi prirodno ili utjecajem nekog stresora (zagañenje). 

Insekti koji su ulovljeni u lebdeću mrežu ne predstavljaju ukupnu bentosnu 

populaciju već se biomasa tih organizama može korisno upotrijebiti za 

odreñivanje indeksa sastava vrsta bentosa. Gustoća i sastav vrsta ulovljenih u 

ovakvu mrežicu uvjetovana je utjecajem mnogih faktora koji moraju biti uzeti u 

obzir prilikom interpretacije rezultata (stadij životnog ciklusa, vremenske prilike, 

doba dana, intenzitet svjetla, gustoća populacija, temperatura, prozirnost, 

fluktuacije vodenog stupca, sezona, brzina toka vode, fotoperiod). U eutrofnim 

potocima postoji odreñeno povećanje broja i biomase driftnih organizama, s time 

da netolerantne vrste pokazuju smanjenje, a tolerantne proporcionalno 

povećavaju brojnost i biomasu. 

Mrežica se koristi samo na onim mjestima gdje brzina toka ne prelazi 0.05 m/s. 

Nakon korištenja mrežice, broj uhvaćenih individua sam za sebe ne govori ništa. 

Važan podatak je koliki broj je individua se nalazi u 100 m 3 vode. Koristimo 

formulu prema Elliot (1970): 

X= 100 a / b d c 

X= broj organizama / 100 m 3 

a= broj organizama u mreži (gustoća) 

b= broj minuta uzorkovanja (koliko je minuta mreža stajala u vodi) 

c= brzina protoka vode (m/min) 

d= površina mreže kada je otvorena (m 2 ) 

101

3.3. Procjena biomase bentosa 

Slika 72: Lebdeća mreža 

Biomasa makroavertebrata je korisna procjena kvantitativnog uzorkovanja i time 

se dobije podatak biološkog integriteta pojedine vode. Mogu se koristiti suhe i 

mokre metode. 

Za procjenu mokre mase, prvo se namaču u destiliranu vodu 30 min, 

centrifugiraju 1 min na 140 g te važu. 

Za procjenu suhe mase, organizmi se suše do konstantne mase na 105 °C 4 

sata. Zatim se 15 min hlade na sobnu temperaturu i važu. Za procjenu suhe 

mase, može se još upotrijebiti i smrzavanje (na -55 °C uz pritisak 10-30 mikrona). 

Da bi se dobila konstantna masa, uzorci moraju biti u frizeru 24 sata. Prednost 

ove metode je što organizmi ostanu cijeli i moguće je opet izvršiti determinaciju. 

102

3.4. Odreñivanje kvalitete vode pomoću organizama indikatora 

Makrozoobentos je senzitivan na mnoge biotičke i abiotičke faktore u okolini. Oni 

su često uzimani kao indikatori stanja vodenog medija. Pojedini organizmi imaju 

specifične zahtjeve u pogledu fizikalnih i kemijskih faktora koji se nalaze u vodi te 

svaka promjena može bitno utjecati na sastav makrozoobentosnih zajednica. 

Za odreñivanje stupnja onečišćenja postoje dvije skupine bioloških metoda: 

- direktne ili ekološke 

- indirektne ili fiziološke 

Ekološke metode sastoje se u odreñivanju prisutnosti i učestalosti organizama 

indikatora ili sastava biocenoze. Fiziološke metode utvrñuju biološku aktivnost u 

dotičnoj vodi. 

3.4.1. Biološka procjena onečišćenja tekućih voda 

BIOTIČKI BODOVNI INDEKS (Kerovec, 1996) 

Radi se o najjednostavnijoj biološkoj metodi za odreñivanje kakvoće vode. Svaka 

vrsta indikatora dobiva bodove u rasponu od 1 do 10, koji opisuju obilježje vrste s 

obzirom na kakvoću vode. Vrste koje dolaze u čistim, obično brdskim 

tekućicama, dobivaju 10 bodova, a vrste indikatori najsnažnijeg onečišćenja 1 

bod. Ostale vrste dobivaju onoliko bodova koliko odgovara njihovoj osjetljivosti 

na onečišćenje. 

Potrebno je utvrditi biotički bodovni indeks (BBI) tako da ukupni zbroj bodova 

(UB) podijelimo s brojem utvrñenih indikatora (N). Kod toga se zanemaruju ostale 

nañene vrste koje nisu na popisu indikatora. 

UB 

BBI = 

N 

103

Vrijednosti BBI se klasificiraju: 

10-8 Prirodne čiste vode (I klasa) 

8-6 Slabo onečišćene vode (II klasa) 

6-4 Onečišćene vode (III klasa) 

4-2 Jako onečišćene vode (IV klasa) 

2-1 Vrlo jako onečišćene vode (V klasa) 

Ovu metodu moguće je upotrijebiti kvalitativnim i kvantitativnim uzorkovanjem. 

FAMILY BIOTIC INDEKS (FBI) (Bodovni biotički indeks prema porodicama) 

(Hilsenhoff 1988, Plafkin, 1989) 

Vrijednosti tolerance prema onečišćenjima za svaku porodicu rangirane su od 1- 

10. Vrijednosti su date svakoj porodici bazirane na vrijednostima pojedinih vrsta 

unutar porodica. Ova metoda koristi se samo za brze analize na terenu, jer se 

mogu dogoditi lagana odstupanja od vrijednosti BBI. Obično FBI za čiste potoke 

ukazuje na lagano onečišćenje, dok za jako zagañene vode ukazuje na nešto 

jača onečišćenja. 

Family Biotic Index (FBI) se izračunava na slijedeći način: 

gdje je: 

FBI = 

∑ 

xi – broj jedinki unutar taksona 

ti – tolerancija taksona na onečišćenje 

n – ukupan broj organizama u uzorku 

x 

n 

i 

t 

i 

104

Tablica 11: Vrijednosti kvalitete vode upotrebom FBI 

FBI Kvaliteta vode Stupanj organskog zagañenja 

0,00 – 3,75 I klasa prirodne čiste vode 

3,76 – 4,25 II klasa slabo organski onečišćene vode 

4,26 – 5,00 II - III klasa umjereno organski onečišćene vode 

5,01 – 5,75 III klasa znatno organski onečišćene vode 

5,76 – 6,50 III – IV klasa jako organski onečišćene vode 

6,51 – 7,25 IV klasa vrlo jako organski onečišćene vode 

7,26 – 10,00 V klasa iznimno jako organski onečišćene vode 

Pantle-Buckov indeks saprobnosti (1955.) 

U poglavlju 2.1.6. opisano je kako se ovaj indeks koristi u odreñivanju 

organizama indikatora putem fitoplanktona. Ova metoda je pogodna i za 

odreñivanje kvalitete vode tj. saprobnosti putem makrozoobentosa. 

Za svaki analizirani uzorak mikrofitobentosa i makrozoobentosa izračuna se 

indeks saprobnosti (S) prema formuli: 

Σ( 

sh) 

S = 

Σh 





"Indeks za limnosaprobitet" prema R. Weglu. Vrijednosti indeksa saprobnosti 

uvrstimo u tablice. 

105

3.5. Raznolikost zajednica 

Na osnovi gustoće populacija i broja vrsta mogu se usporediti različiti tipovi voda, 

kao što su jezero – bara, brzi – spori potok. Mogu se meñusobno usporeñivati 

različita staništa na jednom tipu kopnenih voda (npr. gornji, srednji i donji tok 

potoka). Bazira se na biološkom načelu koje kaže da se u ekstremnim uvjetima 

razvijaju životne zajednice siromašnije po broju vrsta, ali, zbog manje 

kompeticije, s većom gustoćom populacija. Pri optimalnim uvjetima, velika je 

raznolikost vrsta koje su zastupljene s malim brojem jedinki. Iz ovog slijedi da 

odnos broja vrsta i broja jedinki ukazuje na odreñeno stanje ekoloških uvjeta na 

tom lokalitetu. Raznolikost zajednica moguće je odrediti putem mnogobrojnih 

indeksa, a neki od njih su: indeks raznolikosti (d), Simpsonov indeks raznolikosti 

(D) i Shanon – Wienerov indeks raznolikosti (H). Kako bi se ustanovila sličnost 

pojedinih biotopa i meñusobno ustanovile njihove udaljenosti, koristimo: 

Kvocijent sličnosti (QS), Jaccardov indeks (I) i Indeks sličnosti po Sorenesenu 

(I) 

106

Indeksi raznolikosti 

Indeks raznolikosti (d) 

Indeks raznolikosti se računa po formuli: 

d = 

S 

N 

gdje je: 

S= broj vrsta 

N= broj jedinki na odreñenom prostoru (1m 2 , 1m 3 …) 

Prema tome, ako za neki biotop izračunamo veći indeks raznolikosti nego za 

drugi, znači da tamo vladaju povoljniji životni uvjeti nego u drugom biotopu. 

Obrnuto, mali indeks raznolikosti, zbog malog broja vrsta i velikog broja jedinki, 

ukazuje na udaljavanje životnih uvjeta od optimuma. To udaljavanje može biti 

uzrokovano promjenom jednog ili više ekoloških činilaca, a možda, najočitije 

ukazuje na djelovanje onečišćenja (Kerovec, 1987) 

Simpsonov indeks raznolikosti (D) 

Simpsonov indeks raznolikosti (D) je najčešća metoda procjene raznolikosti 

makrozoobentosa, koji se odnosi prema udjelu pojedine (i-te) vrste u zajednici 

(pi): 

D = 

s 

∑ 

i= 

1 

( ) 2 

p 

i 

Vrijednosti ovog indeksa kreću se od 0 do 1. Često se koristi i modificirani 

Simpsonov indeks. Računa se slijedećim izrazom: 

1− D = 1− 

∑ 

= 

gdje je: 

s 

i 1 

( ) 2 

p 

i 

pi = udio individua jednog taksona od ukupnog broja svih taksona 

s= ukupan broj taksona u uzorku. 

107

Dobivene vrijednosti se kreću od 0 (nizak stupanj raznolikosti) do maksimalno 1 

(1-1/s). 

Da bi se dobio koliki broj vrsta je potreban da bi se dobila vrijednost D, računa se 

recipročni Simpsonov indeks: 

1 

D 

1 

= 2 

p 

∑ 

(Krebs, 1994) 

i 

Shanon – Wiener indeks raznolikosti (H) 

Računa se slijedećom formulom 

s 

H = −∑ 

i 2 

i= 

1 

gdje je: 

( p )( log p ) 

i 

pi= udio individua jednog taksona od ukupnog broja svih taksona 


Shanon – Wiener indeks raznolikosti povećava se s brojem vrsta u zajednici i 

teorijski može doseći vrlo visoke vrijednosti. No, u praksi, prilikom mjerenja 

biološke raznolikosti, obično ne prelazi vrijednosti od 5. Teoretska maksimalna 

vrijednost iznosi log (S), a minimalna (kada je N>S) je log (N/(N-S)). 

Da bi se dobila jedinica broja vrsta, dobivena vrijednost H može se izraziti 

slijedećim izrazom: 

N1 = e H 

gdje je: 

e = 2,71828 (baza prirodnog logaritma) 

H = Shanon – Wienerov indeks 

108

N1 = broj vrsta potreban da se dobije ista raznolikost kao H 

Ovaj broj nam označava koliki broj vrsta je potreban da se dobije ista raznolikost 

kao vrijednost H (Krebs, 1994). 

Indeksi udaljenosti zajednica 

Indeks sličnosti po Sorenesenu 

Indeks sličnosti po Sorenesenu pokazuje sličnost pojedinih biotopa na osnovi 

sastava njihovih biocenoza. Računa se slijedećim izrazom: 

S s 

c 

= 

a + b 

2 

gdje je: 

a = broj vrsta u jednom biotopu 

b= broj vrsta u drugom biotopu 

c= broj zajedničkih vrsta dvaju biotopa 

Jaccardov indeks (I) 

S j 

c 

= 

a + b − c 

gdje je: 




Vrijednosti ovih indeksa kreću se od 0 (zajednice se ne razlikuju) do 1 (zajednice 

se potpuno razlikuju) (Krebs, 1994). 

109

3.6. VJEŽBE - MAKROZOOBENTOS 

110

Potrebna oprema za teren 

Surberova dredža 

Sito 

Pincete 

Formalin ili alkohol 

Posude za spremanje uzoraka bentosa 


U laboratoriju: 

Pincete 

Petrijevke 

Vaga 

Ocjedni papirići 

Ključ za determinaciju (Kerovec, 1996) 

111

Vježba 1. Uzimanje uzoraka bentosa i determinacija 

Nakon što smo sakupili bentos, potrebno je izvršiti determinaciju vrsta. 

Determinaciju vršimo pomoću slijedećeg ključa: 

Kerovec, M. (1986): Priručnik za upoznavanje beskralješnjaka naših potoka i 

rijeka. Sveučilišna naklada Liber. Zagreb. 

Vježba 2. Odreñivanje mase i brojnosti vrsta 

Determinirani bentos (porodice, vrste) složiti na upijajući papir prema skupinama. 

Izbrojati iste skupine organizama (iste porodice ili iste vrste) te ih izvagati. 

Zabilježiti brojnost i masu. 

112

Vježba 3: Biotički bodovni indeks 

Nakon provedene determinacije uzorka makrozoobentosa pristupit ćemo 

dodjeljivanju bodova organizmima indikatorima (Slika 73) te izvršiti izračun 

prema sljedećoj formuli: 

UB 

BBI = 

N 

Potrebno je utvrditi biotički bodovni indeks (BBI) tako da ukupni zbroj bodova 

(UB) podijelimo s brojem utvrñenih indikatora (N). Kod toga se zanemaruju ostale 

nañene vrste koje nisu na popisu indikatora. 

Vrijednosti BBI se klasificiraju: 

10-8 Prirodne čiste vode (I klasa) 

8-6 Slabo onečišćene vode (II klasa) 

6-4 Onečišćene vode (III klasa) 

4-2 Jako onečišćene vode (IV klasa) 

2-1 Vrlo jako onečišćene vode (V klasa) 

Primjer: 

Na Sljemenskom potoku Črnomerec utvrñeno je: 

Postaja A (gornji tok) Postaja B (donji tok) 

Astacus astacus 9 Erpobdella sp. 3 

Gammarus sp. 6 Tubificidae 1 

Ecdyonurus sp. 10 Asellus aquaticus 3 

Eporus sp. 10 Chironomus sp. 2 

Perla sp. 10 

Sericosoma sp. 9 

N = 6 UB=54 N =4 UB=9 

BBIA = 9 BBIB = 2,2 

Prema tome, izračunate vrijednosti BBI ukazuju na izvrsnu kvalitetu vode na 

gornjem toku potoka te na jako onečišćenje njegova donjeg toka. 

113

Slika 73: Organizmi indikatori: 

114

115

Vježba 4: Family biotic indeks 

Nakon provedene determinacije uzorka makrozoobentosa pristupit ćemo 

dodjeljivanju bodova pojedinim porodicama (Tablica 13) te izvršiti izračun prema 

sljedećoj formuli: 

gdje je: 

FBI = 

∑ 

xi – broj jedinki unutar taksona 

ti – tolerancija taksona na onečišćenje 

n – ukupan broj organizama u uzorku 

x 

n 

i 

t 

i 

Dobivene vrijednosti uvrstimo u Tablicu 12 i odredimo stupanj organskog 

zagañenja. 

Tablica 12: Vrijednosti kvalitete vode upotrebom FBI 

FBI Kvaliteta vode Stupanj organskog zagañenja 

0,00 – 3,75 I klasa prirodne čiste vode 

3,76 – 4,25 II klasa slabo organski onečišćene vode 

4,26 – 5,00 II - III klasa umjereno organski onečišćene vode 

5,01 – 5,75 III klasa znatno organski onečišćene vode 

5,76 – 6,50 III – IV klasa jako organski onečišćene vode 

6,51 – 7,25 IV klasa vrlo jako organski onečišćene vode 

7,26 – 10,00 V klasa iznimno jako organski onečišćene vode 

116

Tablica 13: Pripadajući bodovi pojedinim porodicama za izračunavanje Family Biotic 

Index (FBI) 

Porodica bod Porodica bod Porodica bod 

Plecoptera Trichoptera Diptera 

Capniidae 1 Brachycentridae 1 Athericidae 2 

Chloroperlidae 1 Calamoceratidae 3 Blephariceridae 0 

Leuctridae 0 Glossosomatidae 0 Ceratopogonidae 6 

Nemouridae 2 Helicopsychidae 3 Chirinomini 8 

Perlidae 1 Hydropsychidae 4 Drugi Chironomidae 6 

Perlodidae 2 Hydroptilidae 4 Dolochopodidae 4 

Pteronarcyidae 0 Lepidostomatidae 1 Empididae 6 

Taeniopterygidae 2 Leptoceridae 4 Ephydridae 6 

Ephemeroptera Limnephilidae 4 Muscidae 6 

Baetidae 4 Molannidae 6 Psychodidae 10 

Baetiscidae 3 Odontoceridae 0 Simuliidae 6 

Caenidae 7 Philpotamidae 3 Syrphidae 10 

Ephemerellidae 1 Phryganeidae 4 Tabanidae 6 

Ephemeridae 4 Polycentropodidae 6 Tipulidae 3 

Heptageniidae 4 Psychomyiidae 2 Amphipoda 

Leptophlebiidae 2 Rhyacophilidae 0 Gammaridae 4 

Metretopodidae 2 Sericostomatidae 3 Isopoda 

Oligoneuriidae 2 Uenoidae 3 Asellidae 8 

Polymitarcyidae 2 Megaloptera Decapoda 6 

Potomanthidae 4 Corydalidae 0 Acariformes 4 

Siphlonuridae 7 Sialidae 4 Mollusca 

Tricorythidae 4 Lepidoptera Lymnaeidae 6 

Odonata Pyralidae 5 Physidae 8 

Aeshnidae 3 Neuroptera Sphaeridae 8 

Calopterygidae 5 Climacia sp. 5 Hirudinea 

Coenagrionidae 9 Coleoptera Bdellidae 10 

Cordulegastridae 3 Dryopidae 5 Helobdella 10 

Corduliidae 5 Elmidae 4 Polychaeta 

Gomphidae 1 Psephenidae 4 Sabellidae 6 

Lestidae 9 Collembola Turbellaria 

Libellulidae 9 Isotomurus sp. 5 Platyhelminthidae 4 

Macromiidae 3 Oligochaeta 8 Coelenterata 

Hydra sp. 5 

117

Vježba 5. Pantle – Buckov indeks saprobnosti 

Nakon što smo izvršili determinaciju makrozoobentosa, potrebno je procjeniti 

gustoću prema slijedećoj tablici 

Procjena gustoće bioindikatora za izračunavanje indeksa saprobnosti: 

OCJENA GUSTOĆE MAKROZOOBENTOS 

(BROJ I OPIS) 

(BROJ VRSTA U UZORKU) 

1 – pojedinačno, rijetko 1- 10 

3 – srednje > 10 – 75 

5 – masovno > 75 

Za svaki analizirani uzorak makrozoobentosa izračuna se indeks saprobnosti (S) 

prema formuli: 

Σ( 

sh) 

S = 

Σh 





"Indeks za limnosaprobitet" prema R. Weglu. 

Primjer: 

VRSTA h s sh 




Σ( 

sh) 

S = = 

Σh 

21 

9 

= 

2, 

3 

Nakon što smo odredili indeks saprobiteta, pristupamo odreñivanju klase 

kvalitete vode prema tablicama. Prva tablica (A) označava interpolaciju P-B 

indeksa saprobnosti u sustav od 5 klasa kvaliteta voda. U tablici B mogu se 

vidjeti klase kvalitete voda prema vrijednosti indeksa saprobnosti. 

118

A: Interpolacija P-B indeksa saprobnosti u sustav od 5 klasa kvalitete voda 

KLASA 


KLASA 

INDEKS 


I I + I – II 1,0 -

Odrediti Indeks raznolikosti (d) 

d = 

S 

N 

gdje je: 

S= broj vrsta 

Vježba 6. Indeks raznolikosti 

N= broj jedinki na odreñenom prostoru (1m 2 , 1m 3 …) 

120

Vježba 7: Simpsonov indeks raznolikosti 

Odrediti Simpsonov indeks raznolikosti (D) i modificirani Simpsonov indeks 

raznolikosti (1 – D) 

( ) 2 

s 

D = ∑ p 

( ) i 

i= 

1 

2 s 

1− D = 1− 

∑ pi 

i= 

1 

gdje je: 

pi = udio individua jednog taksona u odnosu na ukupan broj svih taksona 


Odrediti recipročni Simpsonov indeks 1/D 

1 

D 

Postupak: 

1 

= 2 

p 

∑ 

i 

Takson Broj individua (ni) pi 

Chironomidae 1940 0,521 

Tipulidae 1207 0,324 

Heptageniidae 171 0,046 

Hydropschiidae 134 0,036 

Ephydridae 97 0,026 

Muscidae 93 0,025 

Psychodidae 34 0,009 

Simuliidae 22 0,006 

Syrphidae 15 0,004 

Tabanidae 7 0,002 

Ephemeridae 4 0,001 

Ukupno 3724 1,000 

D= 1 – 0,521 2 + 0,324 2 + 0,046 2 + ….. + 0,001 2 

1 - D= 1- 0,381 

1 - D= 0,619 

1 1 

= 

D 0, 

381 

1 

= 2. 

623 

D 

vrsta 

121

Vježba 8: Shanen Wienerov indeks raznolikosti 

Odrediti Shanen Wienerov indeks raznolikosti (H) 

s 

H = ∑ i 2 

i= 

1 

gdje je: 

( p )( log p ) 

i 

pi= udio individua jednog taksona od ukupnog broja svih taksona 


Nakon toga, odrediti koliki broj vrsta je potreban da se dobije vrijednost H. 

Postupak: 

N1 = e H 

gdje je: 

e = 2,71828 (baza prirodnog logaritma) 

H = Shanon – Wienerov indeks 

N1 = broj vrsta potreban da se dobije ista raznolikost kao H 

Takson Broj individua (ni) pi 

Chironomidae 1940 0,521 

Tipulidae 1207 0,324 

Heptageniidae 171 0,046 

Hydropschiidae 134 0,036 

Ephydridae 97 0,026 

Muscidae 93 0,025 

Psychodidae 34 0,009 

Simuliidae 22 0,006 

Syrphidae 15 0,004 

Tabanidae 7 0,002 

Ephemeridae 4 0,001 

Ukupno 3724 1,000 

H = (0,521) (log20,521) + (0,324) (log20,324) + … (0,001) (log20,001) 

H = 1,829 

N1 = 2,71828 1,829 

N1 = 3,55 vrsta 

122

Vježba 9: Indeks sličnosti po Sorenesenu i Jaccardov indeks 

Odrediti Indeks sličnosti po Sorenesenu (Ss) I Jaccardov indeks (Sj) 

S s 

S j 

2c 

= 

2c 

+ a + b 

c 

= 

a + b − c 

gdje je: 




Primjer: Broj zajedničkih vrsta: 

Gornji tok = 16 vrsta gornji – srednji =6 

Srednji tok = 13 vrsta gornji - donji = 3 

Donji tok = 8 vrsta srednji - donji = 3 

Sličnost izmeñu gornjeg i srednjeg toka: 

Ss= 2x6 / (2x6+16 + 13) = 0,29 

Sj= 6 (16+13-6) -1 = 0,26 

Sličnost izmeñu srednjeg i donjeg toka 

Ss= 2x3 / (2x3 + 13 + 8)= 0,22 

Sj= 3 (13+8-3) -1 = 0,16 

123

4. SEMINARSKI RADOVI: 

RAZVIJANJE TIMSKOG RADA 

Studenti će biti podijeljeni na radne timove koji će biti sastavljeni od najviše 4 

osoba. Nakon što im je dodijeljena tema, studenti će meñusobno podijeliti 

zadatke na način da svatko od njih ima približno isti opseg posla. 

Terenska istraživanja će se sastojati od četiri uzorkovanja u istim vremenskim 

razmacima. Nakon prikupljanja i obrade uzoraka u laboratoriju, slijedi prikupljanje 

dodatne literature kako bi se dobiveni podaci mogli kvalitetno interpretirati. 

U slijedećih nekoliko termina slijedi pisanje seminarskih radova. Nakon što su 

seminarski radovi napisani i pregledani od mentora, izrañuju se prezentacije. 

Prezentacije za izlaganje trebaju biti napravljene u programu Microsoft Power 

Point. 

UPUTE ZA PISANJE SEMINARSKIH RADOVA 

Seminarski radovi moraju imati slijedeća poglavlja: 

Uvod 

Cilj istraživanja 

Materijal i metode 

Rezultati 

Rasprava 

Zaključci 

Literatura 

UVOD I CILJ ISTRAŽIVANJA 

U uvodu se iznosi ideja zadatka i cilj istraživanja. Ondje se piše na način da se 

čitaoc zainteresira za djelo, odnosno za problem koji se obrañuje. U uvodu se 

daje opće područje istraživanja, navode se dosadašnji rezultati kao osnova 

dotičnih istraživanja i iznosi ono što je nepoznato. Na kraju se ističe cilj i svrha 

istraživanja. 

124

MATERIJAL I METODE 

U ovom poglavlju se prikazuje materijal koji je poslužio za istraživanja, način na 

koji je materijal obrañen i razlozi zbog kojih su odabrani odreñeni tretmani 

istraživanja. Metode rada treba opisati tako da ih mogu primijeniti i drugi 

znanstveni radnici ukoliko žele provjeriti dobivene rezultate navedene u članku. 

REZULTATI I RASPRAVA 

Najvažnije poglavlje je prikaz rezultata. Ondje se opisuju utvrñene činjenice, 

tumače pojave i dokazuje hipoteza. Da bi se napisalo ovo poglavlje, potrebno je 

analizirati eksperimentalne podatke, napraviti varijacijsko statističku obradu, 

tablice i grafikone. Rezultati se prikazuju samo na jedan način i to tekstom, 

tablicom ili grafički. Tumačenja rezultata iz tablica i teksta moraju biti istovjetna. 

Raspravom prikazujemo značenje rezultata i iznosi se mišljenje i tumačenje 

autora. Kritički se razmatra i analizira materijal, metode i rezultati u odnosu na 

podatke iz literature kao i tvrdnje u raspravi. Postignuti rezultati moraju biti 

dovoljno potkrijepljeni i dokumentirani s podacima iz literature koja se navodi u 

popisu. 

ZAKLJUČAK 

U zaključku se iznosi ono što pruža kratku i jasnu sliku o svemu što se htjelo i što 

se postiglo u istraživanjima. Tvrdnje i zaključci trebaju biti kratki, nedvosmisleni i 

jasni. Zaključci moraju odgovarati ciljevima. 

LITERATURA 

Na kraju članka daje se popis literature koja se citira. Treba biti poredana 

abecednim redom. Pod bibliografskim podatkom smatra se skup točnih i iscrpnih 

elemenata dovoljnih da se neko djelo može identificirati. 

Piše se na slijedeći način: 

Turk, M. (1995): Hrvatsko slatkovodno ribarstvo u 1994. Ribarstvo, 53,(4), 105- 

118. 

Ako su dva ili više autora: 

125

Treer, T., Treer, D. (1995): Morphometric changes in the smooth newt (Triturus 

vulgaris) during the aquatic phase. Ribarstvo, 53, (4), 151-159. 

Citiranje knjige: 

Roberts, R. J. (1989): Fish pathology. Editor. Second edition. Bailliere-Tindal, 

London, 467pp. 

Poglavlje u knjizi: 

Dickhoff, W.W. (1993): Hormones metamorphosis, and smolting. pp 519-540. In: 

Schreibenman, M. P., Scanes, C.g., Pang, P.K.T. (eds.) The endocrinology of 

growth development and metabolism in vertebrates. Academic Press, San Diego, 

USA. 607pp. 

Literatura u tekstu treba biti citirana koristeći Harvard sustav kao: (Smith,1996) – 

ako se radi o jednom autoru, (Smith i Jones, 1996)- ako se radi o dva autora, 

(Smith i sur., 1996)- ako se radi o više nego dva autora, Smith i Jones (1996), 

(Smith, J.R., usmeno priopćenje). 

126

5. LITERATURA 

Barbour, M. T., Gerritsen, J., Snyder, B. D., Stribling, J. B. (1999): Rapid 

Bioassessment Protocols for Use in Streams and Wadeable Rivers: 

Periphyton, Bentic Macroinvertebrates and Fish, Second Edition. EPA 841- 

B-99-002. U. S. Environmental Protection Agency; Office of Water; 

Washington, D. C. 

www.epa.gov/owow/monitoring/rbp/wp61pdf/rbp_main.pdf 

Dambska, I., Nowinski, M., Rafalski, J., Skuratowicz, W., Wojterski, T., 

Wroblewski, A., Zenkteler, M. (1976): Fitoplankton sztucznych jezior 

polozonych na terenie poznania. Poznanskie towarzystwo przyjaciol nauk, 

Poznan. 

Debeljak, Lj. (1982): Životni uvjeti u vodi. U Bojčić C. (Ur.): Slatkovodno ribarstvo, 

Jumena, Zagreb, 55-97. 

Filipi, M. (2005): Fizikalno – kemijske osobine i sastav makrobentosa potoka 

Bliznec i Kraljevec. Diplomski rad, Agronomski fakultet, Zagreb. 

Goldman, C., R. and Horne, A., J. (1977): Limnology. McGraw – Hill Book 

Company, New York. 

Hilsenhoff, W. L. (1988): Rapid field assessment of organic pollution with a family 

– level biotic indeks. J. N. Am. Benthol. Soc. 7 (1): 65 – 68. 

Hotzel G. i Croome, R. (1999): A phytoplankton methods Manual for Australian 

Freshwaters. Land and Water Resources Research and Development 

Corporation. Green Words & Images, Canberra. 

www.lwa.gov.au/downloads/publications_pdf/PR990300.pdf 

Hustedt, F. (1959): Die kiselalgen. Deutschlands, Österreichs und der Schweiz 

unter Berueksiehtigung der übrigen Länder Europas sowio der 

angrenzenden Meeresgebiete. Berlin. 

127

Karabin, A. (1985): pelagic zooplankton (Rotatoria + Crustacea) variation in the 

process of lake eutrophication. I Structural and quantitative features. Ekol. 

Pol. 33 (4), 567 – 616. 

Kerovec, M. (1986): Priručnik za upoznavanje beskralješnjaka naših potoka i 

rijeka. Sveučilišna naklada liber, Zagreb. 

Kerovec, M. (1987): Ekologija kopnenih voda. Hrvatsko ekološko društvo, Zagreb 

Kerovec, M. (1996): Metoda bodovanja. Športski ribolov, 6: 43-45. 

Klemm, D. J., Lewis, P. A., Fulk, F., Lazorchak, J. M. (1990): Macroinvertebrate 

field and laboratory methods for evaluating the biological integrity of 

surface waters. U.S. Environmental protection agency, Cincinati, Ohio. 

www.epa.gov/bioiweb1/html/benthos_methods.html 

Knežević, I. (1988): Uvod u znanstveni rad. Poljoprivredni fakultet u Osijeku. 

Krebs, Charles J. 1999. Ecological Methodology, 2nd ed., Addison-Welsey 

Educational Publishers, Inc., Menlo Park, CA. 620 pp. 

Lazar, J. (1960): Alge Slovenije seznam slatkovodnih vrst in ključ za določanje. 

Slovenska akademija znanosti in umetnosti, Ljubljana. 

Lazar, J. (1965): Prispevek k poznavanju flore alg Slovenije, VI. Slovenska 

akademija znanosti in umetnosti, Ljubljana. 

Lazar, J. (1966): Prispevek k poznavanju flore alg Slovenije, VII. Slovenska 


Lazar, J. (1968): Prispevek k poznavanju flore alg Slovenije, VIII. Slovenska 


Lind, O. T. (1979): Handbook of common methods in limnology. Second edition, 

The C. V. Mosby company, Toronto, 199 p.p. 

Mandaville, S. M. (2002): Bentic Macroinvertebrates in Freshwaters – Taxa 

Tolerance Values, Metrics and Protocols. Soil and water Conservation 

Society of Metro Halifax. 

128

Martin J. L. (2000): Protocol for Monitoring Phytoplankton. A report by the marine 

biodiversity monitoring committee to the ecological monitoring and 

assessment network of environment, Canada. 

www.eman-rese.ca/eman/ecotools/protocols/marine/phytoplankton/intro.html 

Matoničkin, I., Pavletić Z. (1972): Život naših rijeka – biologija tekućih voda. 

Školska knjiga, Zagreb. 

Mellanby, H. (1963): Animal life in fresh water. Chapman and Hall ltd. London. 

NN 77/98: Uredba o klasifikaciji voda. 

Paterson, M. (2000): Zooplankton in fresh waters. Ecological monitoring and 

assessment network (EMAN) protocols for measuring biodiversity. 

www.eman-rese.ca/eman/ecotools/protocols/marine/zooplankton/intro.html 

Plafkin, J. L., Barbour, M. T., Porter, K. D., Gross, S. K. Hughes, R. M. (1989): Rapid 

Bioassessment Protocols for Use in Streams and Rivers: Bentic 

Macroinvertebrates and Fish. U. S. Environmental Protection Agency. EPA 

440/4-89/001. 

Voigt, M. i Koste, W. (1978): Rotatoria. Gebruder Borntraeger, Berlin, Stuttgart. 

Vrebčević, B. (1996): Priručnik za upoznavanje slatkovodnih račića veslonožaca 

(Copepoda, Cyclopidae) i rašljoticalaca (Cladocera) Hrvatske. Hrvatsko 

ekološko društvo, Zagreb, 157 pp. 

Wegl, R. (1983): Indeks für die limnosaprobität. Verlagsort, Wien. 

Korištene web stranice: 

http://www.pmf.unsa.ba/biologija/talofiti/sadrzaj-alge.htm (Alge - biosistematika i 

ekologija) 

http://biology.rwc.uc.edu/HomePage/BWS/planktonkey/phytozoo.html (Ključ za 

plankton) 

http://www.water.ky.gov/sw/swmonitor/sop/ (Priručnici za odreñivanje biološkog 

integriteta vode) 

http://enviroportal.sk/ziva-priroda/ 

129

6. INDEKS 

analiza perifitona, 48 

Annelida, 92 

Arthropoda, 94 

Bacillariophyceae, 17 

bentos, 2 

Bivalvia, 91 

Chlorophyta, 23 

Cilj istraživanja, 127 

Cladocera, 75 

Coleoptera, 95 

Copepoda, 75 

Crustacea, 94 

Crvene alge, 15 

Cryptophyta, 21 

cvjetanje algi, 37 

Cyanophyta, 7, 8, 9 

diatoma, 50 

Dictiochophyceae, 20 

Dinophyta, 22 

Diptera, 96 

Ekman, 101 

Ephemeroptera, 99 

fitoplankton, 5 

Gastropoda, 90 

Haptophyta, 20 

Heteroptera, 95 

Hirudinea, 93 

holoplankton, 5 

Hoseip, 35 

identifikacija algi, 42 

indeks raznolikosti, 109 

Indeks sličnosti po Sorenesenu, 109 

Insecta, 94 

Jaccardov indeks, 109 

klorofil a, 52 

Kvocijent sličnosti, 109 

Lebdeća mreža, 103 

literatura, 128 

materijal i metode, 128 

Megaloptera, 97 

meroplankton, 6 

mikroskop, 42 

modrozelene alge, 5, 6, 7, 10, 13, 52 

Mollusca, 90 

Nansen, 31, 32, 38 

Naphrax, 50 

Neubauer, 47 

Neurbaeur, 42 

Niskin, 31, 32, 38 

Odonata, 98 

Oligochaeta, 92 

Pantle-Buckov indeks saprobnosti, 55 

perifiton, 2, 38 

Phaeophyceae, 20 

plankton, 2, 4, 15, 74, 75, 132 

planktonska mrežica, 29 

Plecoptera, 98 

Raphidophyceae, 19 

Rezultati i rasprava, 128 

Rotatoria, 74 

Secchi disk, 37 

Sedgwick Rafter, 42, 46 

seminarski radovi, 127 

Shanon – Wienerov indeks raznolikosti, 109 

Simpsonov indeks raznolikosti, 109 

supstrat, 3, 38, 39, 40, 102 

Surberova dredža, 102 

Taylor, 32 

termalna stratifikacija, 5 

Trichoptera, 97 

Turbellaria, 90 

Utermöhl, 42, 43, 44, 46 

Uvod, 127 

Van Dorn, 31, 32, 38 

Whatman, 51 

xanthophyceae, 16 

zaključak, 128 

zlatnosmeñe alge, 15 

zoobentos, 90 

zooplankton, 74 

130

Plankton i bentos - Agronomski fakultet - Sveučilište u Zagrebu

You also want an ePaper? Increase the reach of your titles

Delete template?

Save as template?