veropeso

Plantas 

Aromáticas do 

Ver-o-Peso 

Maria das Graças Bichara Zoghbi 

Milton Guilherme da Costa Mota 

Carmen Célia da Costa Conceição 

Organizadores

GOVERNO DO BRASIL 

PRESIDENTE DA REPÚBLICA 

Dilma Vana Rousseff 

MINISTRO DA EDUCAÇÃO 

José Henrique Paim Fernandes 

MINISTRO DA CIÊNCIA, TECNOLOGIA E INOVAÇÃO 

Clélio Campolina Diniz 

UNIVERSIDADE FEDERAL RURAL DA AMAZÔNIA 

REITOR 

Sueo Numazawa 

VICE-REITOR 

Paulo de Jesus Santos 

EDITORA CHEFE 

Marly Maklouf dos Santos Sampaio 

COMISSÃO EDITORIAL 

Gracialda Costa Ferreira 

Israel Hidenburgo Aniceto Cintra 

Maria Cristina Manno 

Moacir Cerqueira da Silva 

Sergio Antônio Lopes de Gusmão 

EQUIPE EDITORIAL 

Inácia Libonati 

Ricardo Bezerra 

Priscila do Rosário Monteiro 

MUSEU PARAENSE EMÍLIO GOELDI 

DIRETOR 

Nilson Gabas Júnior 

COORDENADORA DE PESQUISA E PÓS-GRADUAÇÃO 

Marlúcia Bonifácio Martins 

COORDENADORA DE COMUNICAÇÃO E EXTENSÃO 

Maria Emília da Cruz Sales 

NÚCLEO EDITORIAL DE LIVROS 

EDITORA EXECUTIVA 

Iraneide Silva 

EDITORAS ASSISTENTES 

Angela Botelho 

Tereza Lobão 

EDITORA DE ARTE 

Andréa Pinheiro

Universidade Federal Rural da Amazônia 

Museu Paraense Emílio Goeldi 

Plantas 

Aromáticas do 

Ver-o-Peso 



Carmen Célia da Costa Conceição 

Organizadores 

Belém 

2014

PRODUÇÃO EDITORIAL 

Iraneide Silva 

Angela Botelho 

PROJETO GRÁFICO, CAPA, EDITORAÇÃO ELETRÔNICA, ARTE FINAL 

Andréa Pinheiro 

FOTOS DA CAPA 


Antonio Elielson Sousa da Rocha 

Inocêncio de Sousa Gorayeb 

NORMALIZAÇÃO BIBLIOGRÁFICA 

Marly Sampaio 

Dados Internacionais de Catalogação na Publicação (CIP) 

Plantas Aromáticas do Ver-o-Peso / Maria das Graças Bichara Zoghbi, Milton Guilherme da Costa Mota, Carmen 

Célia da Costa Conceição (orgs). – Belém: UFRA/MPEG, 2014. 

332p.: il. 

ISBN (UFRA): 978-85-7295-092-3 

ISBN (MPEG): 978-85-61377-78-6 

1.Plantas Aromáticas-Amazônia-Pará. 2. Comercialização. I. Zoghbi, Maria das Graças Bichara. II. Mota, 

Milton Guilherme da Costa. III. Conceição, Carmen Célia da Costa. IV. Título. 

Direito de Cópia/copyright 2014 por/by 


Museu Paraense Emílio Goeldi 

CDD 635.709811

Este livro é dedicado à Prof a . Dr a . Raimunda C. V. Potiguara 

(in memoriam), nossa querida colega Raimundinha, pela 

dedicação, entusiasmo e contribuição ao conhecimento das 

estruturas secretoras das plantas aromáticas amazônicas.

Apresentação 

A Universidade Federal Rural da Amazônia (UFRA) e o Museu Paraense Emílio Goeldi (MPEG) 

têm a satisfação de apresentar o livro Plantas Aromáticas do Ver-o-Peso, organizado pelos 

pesquisadores Maria das Graças Bichara Zoghbi, Milton Guilherme da Costa Mota e Carmen 

Célia da Costa Conceição, que reúne valiosas contribuições de especialistas nos temas abordados. 

Além da sua importância científica e acadêmica, este livro se configura como uma obra pioneira 

sobre a flora aromática, e representa a solidez da cooperação entre instituições afins em vários 

campos de atuação, especialmente na área editorial. 

Desde a sua concepção, o livro reveste-se de relevância na literatura especializada ao reunir 

trabalhos sobre mais de 70 espécies da flora aromática regional comercializada no Complexo 

do Ver-o-Peso, um dos pontos turísticos mais visitados de Belém e um dos mais conhecidos 

mercados populares da América Latina, além de referência no comércio de ervas aromáticas e 

medicinais. Esses fatores despertaram o interesse de pesquisadores de ambas as instituições 

nas áreas de botânica, anatomia vegetal, palinologia, química e outras, tanto pelas propriedades 

das espécies estudadas quanto pelo seu potencial econômico e valor cultural para as populações 

amazônicas. 

As espécies abordadas nesta obra estão apresentadas pelos nomes populares usados no Vero-Peso, 

em ordem alfabética, identificadas por nomes científicos, de acordo com o Sistema de 

Classificação Filogenético das Angiospermas (APG III) e material te0stemunho registrado no 

Herbário do Museu Paraense Emílio Goeldi (MG), além de estudos polínicos, anatômicos, 

químicos e, ainda, informações sobre os principais fornecedores dessas espécies. Uma das 

principais contribuições aqui reunidas é a identificação por nome científico, assegurando, desta 

forma, a utilização correta de cada planta. 

Esta coedição nasce do interesse comum em produzir a primeira obra reunindo estudos sobre 

as plantas aromáticas comercializadas no Ver-o-Peso, e de disponibilizar esses conhecimentos 

a estudantes, professores, pesquisadores e à sociedade em geral. Esta parceria também marca 

momentos especiais para ambas as instituições, nas comemorações dos 63 anos da Universidade 

Federal Rural da Amazônia e os 148 anos do Museu Goeldi, oferecendo aos leitores um livro 

de excelente qualidade, resultante do esforço coletivo de pesquisa e de produção editorial. 

Sueo Numazawa 

Reitor 


Nilson Gabas Júnior 

Diretor 

Museu Paraense Emílio Goeldi

Agradecimentos 

Os autores agradecem ao Programa Norte de Pesquisa e Pós-Graduação 

(PNOPG) pelo apoio financeiro ao projeto “Aromáticas na Amazônia: 

Alternativa Econômica para Comunidades Rurais”- N o Proc. 550560/01- 

7, que permitiu a obtenção dos resultados aqui apresentados. 

À Universidade Federal Rural da Amazônia e ao Museu Paraense 

Emílio Goeldi pelo apoio financeiro e editoração. 

À equipe editorial da Universidade Federal Rural da Amazônia 

(UFRA), composta por Marly Sampaio, Inácia Libonati, Ricardo 

Bezerra e Priscila do Rosário Monteiro. 

À equipe editorial do Museu Paraense Emílio Goeldi (MPEG), 

composta por Iraneide Silva, Andréa Pinheiro, Angela Botelho 

e Tereza Lobão.

Autores 

ALBA LÚCIA FERREIRA DE ALMEIDA LINS 

Bióloga, doutora em Botânica, pesquisadora do Museu 

Paraense Emílio Goeldi, Belém-PA (lins@museu-goeldi.br) 

ANA CRISTINA ANDRADE DE AGUIAR DIAS 

Bióloga, doutora em Biologia Vegetal, professora da 

Universidade Federal do Estado do Rio de Janeiro, Belém-PA 

(acaaguiar@yahoo.com.br) 

ANNA CHRISTINA RIO DIAS 

Bióloga, mestre em Botânica Tropical, bolsista do Programa de Capacitação Institucional (DD) do Museu 

Paraense Emílio Goeldi, Belém-PA (diasacr@yahoo.com.br) 

ANTONIO ELIELSON SOUSA DA ROCHA 

Arte Educador, doutor em Ciências Agrárias, técnico em C & T do Museu Paraense Emílio Goeldi, Belém-PA 

(elielson@museu-goeldi.br) 

BRAZ JOSÉ DE CASTRO FILHO 

Graduando em Engenharia Ambiental, bolsista de Iniciação Científica do Museu Paraense Emílio Goeldi, 

Belém-PA (brazfilho1992@gmail.com) 

BRENO RICARDO SERRÃO DA SILVA 

Graduando do curso de Agronomia, bolsista de Iniciação Científica do Museu Paraense Emílio Goeldi, Belém- 

PA (brenorss@hotmail.com) 

CARMEN CÉLIA DA COSTA CONCEIÇÃO 

Engenheira Agrônoma, doutora em Ciências Agrárias, pesquisadora da Universidade Federal Rural da Amazônia, 

Belém- PA (carmen.conceicao@ufra.edu.br) 

DÂMARIS VIEIRA BUSMAN 

Farmacêutica, doutoranda em Biotecnologia do Instituto de Ciências da Saúde da Universidade Federal do 

Pará, Belém-PA (dambusman@yahoo.com.br) 

ELOISA HELENA DE AGUIAR ANDRADE 

Farmacêutica, doutora em Química, pesquisadora do Museu Paraense Emílio Goeldi, Belém-PA. 

(eloisa@museu-goeldi.br)

EUNICE GONÇALVES MACEDO 

Bióloga, mestre em Botânica Tropical, professora da Universidade do Estado do Pará, Belém-PA 

(eunicemacedo@yahoo.com.br) 

FLÁVIA CRISTINA ARAÚJO LUCAS 

Bióloga, doutora em Botânica Tropical, professora da Universidade do Estado do Pará, Belém-PA 

(copaldoc@yahoo.com.br) 

HAIWRY DE JESUS FARIAS 

Graduanda do curso de Agronomia, bolsista de Iniciação Científica do Museu Paraense Emílio Goeldi, Belém- 

PA (haiwry_19@hotmail.com) 

JOANA PATRÍCIA PANTOJA SERRÃO FILGUEIRA 

Bióloga, Mestranda em Ciências Biológicas, Museu Paraense Emílio Goeldi, Belém-PA (joanapfilgueira@gmail.com) 

JORGE OLIVEIRA 

Licenciado em História, mestre em Biologia Vegetal, pesquisador do Museu Paraense Emílio Goeldi, Belém-PA 

(joliver@museu-goeldi.br) 

JOSÉ MARIA DEMETRIO GAIA 

Engenheiro Agrônomo, doutor em Ciências Agrárias, bolsista DCR da Universidade Federal Rural da Amazônia, 

Belém-PA (josegaia@globo.com). 

JÚLIO CÉZAR DE MORAIS CERQUEIRA 

Agrônomo, bolsista de Iniciação Científica do Museu Paraense Emílio Goeldi, Belém-PA 

(jcagronomia@hotmail.com). 

KÁTIA MARIA SENA DOS SANTOS 

Engenheira Agrônoma 

LÉA MARIA MEDEIROS CARREIRA 

Farmacêutica Bioquímica, doutora em Botânica Tropical, pesquisadora do Museu Paraense Emílio Goeldi, Belém- 

PA (lea@museu-goeldi.br) 

MANOEL EUCLIDES DO NASCIMENTO 

Biólogo, doutor em Agronomia, professor/pesquisador da Universidade Federal Rural da Amazônia, Belém-PA 

(nascimento-15@hotmail.com) 

MARA JEANNETH DOS SANTOS CORRÊA 

Graduanda de Agronomia, bolsista de Iniciação Científica do Museu Paraense Emílio Goeldi, Belém-PA 

(aramjth@yahoo.com.br).

MARIA DAS GRAÇAS BICHARA ZOGHBI 

Química Industrial, doutora em Química Orgânica, pesquisadora do Museu Paraense Emílio Goeldi, Belém-PA 

(zoghbi@museu-goeldi.br) 

MARIA ISABEL DE SENA NERY 

Bióloga Biomédica, mestre em Ciências Biológicas, chefe de Divisão de Parques da Secretaria Municipal do 

Meio Ambiente (SEMMA), Belém-PA (bebelufpa@gmail.com) 

MILTON GUILHERME DA COSTA MOTA 

Engenheiro Agrônomo, doutor em Agronomia, professor da Universidade Federal Rural da Amazônia, Belém-PA 

(milton.mota@ufra.edu.br) 

RAIMUNDA ALVES PEREIRA 

Farmacêutica Bioquímica, mestre em Botânica Tropical (rapraissa@yahoo.com.br) 

RAIMUNDA CONCEIÇÃO DE VILHENA-POTIGUARA (in memoriam) 

Farmacêutica Bioquímica, doutora em Ciências Biológicas, pesquisadora do Museu Paraense Emílio Goeldi, 

Belém-PA. 

ROLF JUNIOR FERREIRA SILVA 

Farmacêutico Biologista, doutorando do Programa de Pós-Graduação em Botânica do Instituto Nacional de 

Pesquisas da Amazônia, Manaus-AM (rolfjr@hotmail.com) 

SUEYLA MALCHER BEZERRA 

Graduanda do curso de Agronomia da Universidade Federal Rural da Amazônia, Belém-PA. 

(sueyla.malcher@yahoo.com.br). 

THÁLIA DO SOCORRO SERRA GAMA 

Bióloga, mestranda do curso de Botânica Tropical da Universidade Federal Rural da Amazônia/Museu Paraense 

Emílio Goeldi, Belém-PA (thaliagama@gmail.com) 

TARCYMARA BARATA GARCIA 

Bióloga, mestre em Ciências Biológicas, bolsista do Programa de Capacitação Institucional (DD) do Museu 

Paraense Emílio Goeldi, Belém-PA (tarcymara@gmail.com.br) 

TATIANI YURIKO SOUZA KIKUCHI 

Engenheira Agrônoma, mestre em Ciências Biológicas, bolsista SET/CNPq do Museu Paraense Emílio Goeldi 

Belém-PA (typinheiro@yahoo.com.br) 

ZÉLIA VALENTE BRAGA 

Engenheira/Agrônoma, mestre em Ciências Biológicas, Secretaria Municipal de Agricultura de Barcarena-PA 

(zeliavb@gmail.com)

Sumário 

Apresentação 

Agradecimentos 

Autores 

Prefácio 

CAPÍTULO 1 

Sinopse das plantas aromáticas comercializadas no Complexo do Ver-o-Peso ........................23 

Antônio Elielson Sousa da Rocha 

CAPÍTULO 2 

Aspectos morfopolínicos de plantas aromáticas ............................................................................... 107 

Léa Maria Medeiros Carreira 

Anna Christina Rio Dias 

Flávia Cristina Araújo Lucas 

Braz José de Castro Filho 

CAPÍTULO 3 

Estruturas secretoras nos morfotipos 

de Ayapana triplinervis (Vahl) R. M. King & H. Rob. (Asteraceae) ............................................... 125 

Maria Isabel de Sena Nery 

Raimunda Conceição de Vilhena Potiguara† 

Tatiani Yuriko Souza Kikuchi 

Tarcymara Barata Garcia 

Alba Lúcia Ferreira de Almeida Lins 

Joana Patrícia Pantoja Serrão Filgueira 

CAPÍTULO 4 

Aspectos morfológicos e anatômicos de duas espécies aromáticas 

conhecidas por beliscão [Bacopa monnierioides (Cham.) B. L. Rob.] 

e pataqueira (Conobea scoparioides Benth.) – Plantaginaceae .................................................... 135 


Raimunda Conceição de Vilhena Potiguara † 


Manoel Euclides do Nascimento 

Mara Jeanneth dos Santos Corrêa

CAPÍTULO 5 

Contribuição ao conhecimento anatômico dos órgãos vegetativos 

do patchuli [Chrysopogon zizanioides (L.) Roberty] na Amazônia ............................................. 151 



CAPÍTULO 6 

Anatomia foliar de Guatteria scandens Ducke (Annonaceae)....................................................... 165 

Thália do Socorro Serra Gama 



Ana Cristina Andrade de Aguiar Dias 

CAPÍTULO 7 

Anatomia caulinar, foliar e quantificação sazonal das glândulas secretoras 

da lâmina foliar de duas espécies de Peperomia Ruiz & Pav. (Piperaceae): 

um estudo por Microscopia Eletrônica de Varredura (MEV) ......................................................... 173 

Rolf Junior Ferreira Silva 

CAPÍTULO 8 

Análise morfológica dos órgãos vegetativos e anatomia 

foliar de Piper alatipetiolatum Yuncker (Piperaceae) ...................................................................... 193 

Eunice Gonçalves Macedo 

Júlio Cézar de Morais Cerqueira 


CAPÍTULO 9 

Caracterização morfológica e estrutural dos ramos e folhas 

de “Oriza” Pogostemon heyneanus Benth. (Lamiaceae) 

com ênfase nas estruturas secretoras ................................................................................................... 205 



Sueyla Malcher Bezerra 


Ana Cristina Andrade de Aguiar-Dias 

Haiwry de Jesus Farias 

Breno Ricardo Serrão da Silva

CAPÍTULO 10 

Caracterização anatômica das folhas de Unxia camphorata L. f. (Asteraceae) ....................... 223 

Dâmaris Vieira Busman 



CAPÍTULO 11 

Morfoanatomia dos órgãos vegetativos aéreos 

do alecrim-d’angola (Vitex agnus-castus L., Lamiaceae) ................................................................. 239 

Zélia Valente Braga 




CAPÍTULO 12 

Composição química dos óleos essenciais 

de plantas aromáticas comercializadas no Ver-o-Peso.................................................................... 253 


Eloisa Helena de Aguiar Andrade 

CAPÍTULO 13 

Chrysopogon zizanioides: rendimento e composição química dos óleos essenciais 

obtidos de amostras cultivadas em sete municípios do estado do Pará................................... 301 


Raimunda Alves Pereira 


CAPÍTULO 14 

Espécies aromáticas comercializadas no Complexo do Ver-o-Peso............................................ 311 

Jorge Oliveira 

CAPÍTULO 15 

Vetiver [Chrysopogon zizanioides (L.) Roberty] no estado do Pará ............................................ 323 


Carmen Célia Costa da Conceição 

Kátia Maria Sena dos Santos 

José Maria Demétrio Gaia

Prefácio 

O Ver-o-Peso, a maior feira livre da América latina, existe desde 

a fundação da cidade de Belém em 1616, tendo como marco a edificação 

do Forte do Presépio (atualmente Forte do Castelo), às margens do igarapé 

do Piri, principal porto de atracação de barcos e navios que chegavam 

a recém criada cidade. A concessão oficial para cobrança de 

tributos do Ver-o-Peso ocorreu apenas em 1687, por 

iniciativa do governador Francisco Coelho de Carvalho, 

através de uma representação enviada ao rei de Portugal. 

Em 1688, uma Provisão-Régia criava o Ver-o-Peso “por 

ser conveniente ao serviço de V. Magte. para que se não 

embarquem sem despacho as drogas que saem daquella 

Conquista, e se concedeu aos Officiaes da Câmara da ditta Capitania o rendimento do dito Vero-Peso 

para os usos necessários della e bem público da Cidade”. Criado com objetivos fiscais, 

a partir de então o porto do Piri entrou para a “economia formal”, passando a se chamar o 

“lugar de ver o peso”, nome que a tradição oral há mais de 300 anos soube preservar. 

O Complexo do Ver-o-Peso abrange o espaço aterrado do igarapé do Piri, onde foram 

construídas a Praça do Relógio e a Avenida Portugal, até a Igreja e Convento das Mercês. 

Constitui-se no mais importante patrimônio edificado no centro histórico de Belém, datado 

dos séculos XVII, XVIII e XIX, uma síntese da conformação arquitetônica da cidade em vários 

estágios e estilos: edificação militar, barroco jesuítico, arquitetura civil colonial e pós-colonial, 

estilo neoclássico, eclético e arquitetura industrial. O Conjunto Arquitetônico e Paisagístico 

Ver-o-Peso e áreas adjacentes, incluindo a Praça Pedro Segundo, o Boulevard Castilhos França, 

o Mercado de Carne e o Mercado de Peixe, é um bem tombado pelo Instituto do Patrimônio 

Histórico e Artístico Nacional (IPHAN), através do Decreto nº 25, de 30 de novembro de 

1937. Essa mesma área também é tombada pelo Município de Belém, sob a denominação de 

Centro Histórico de Belém. Os bens tombados individualmente são: 1) Mercado de Peixe ou 

Mercado de Ferro, 2) Mercado de Carne ou Mercado Bolonha, 3) Praça do Relógio, 4) Solar 

da Beira. No interior do Mercado de Ferro do Ver-o-Peso, inaugurado em 1901 por Antônio 

Lemos, existe atualmente 67 boxes, onde são comercializados peixes e camarões frescos, e 

na área externa há diferentes pontos comerciais e venda de caranguejos vivos. O Mercado de 

Carne ou Mercado Bolonha abriga lojistas e feirantes, que em sua maioria comercializam 

carnes e vísceras, mas também alguns que se dedicam ao comércio de refeições, polpas de

frutas e produtos religiosos. A Praça do Relógio (Praça Siqueira Campos), inaugurada em 5 

de outubro de 1931, ocupa o perímetro formado pela Avenida Portugal, Doca do Ver-o-Peso, 

Rua Pedro Rayol e Travessa Marquês de Pombal. O Solar da Beira, uma construção em estilo 

neoclássico, onde funcionava o antigo órgão responsável pela fiscalização municipal, 

atualmente é um espaço de múltiplos usos, abrigando, até recentemente, o Museu do Índio; 

hoje sedia a administração da Feira. 

Na feira do Ver-o-Peso há um diversificado e intenso comércio, onde os espaços estão divididos 

de acordo com os tipos de mercadorias comercializadas, sendo assim distribuídos: a partir da 

lateral da Doca, roupas, calçados e outros itens do vestuário, redes e utensílios de cozinha. No 

espaço ao lado, há a venda de frutas, farinhas, embutidos e camarão seco. Logo em seguida a 

venda de plantas cultivadas em paneiros, tendo ao lado uma elevação com cerca de três degraus 

onde são comercializadas refeições e bebidas, artesanato e outros produtos regionais. Em 

seguida, encontra-se o Solar da Beira, onde são comercializados artesanatos, ao lado se 

encontram as barracas contendo plantas medicinais e aromáticas, principalmente ervas e, em 

seguida, o Mercado de Peixe. Atrás do Mercado de Peixe são vendidos legumes, verduras e 

aves (galinha, pato, peru). 

As barracas de plantas medicinais e aromáticas (80 unidades) estão distribuídas em quatro 

fileiras, dispostas em paralelas e unidas lado a lado. Os comerciantes que atuam nestas 

barracas são conhecidos por “erveiros”ou “erveiras”, pessoas com grande conhecimento sobre 

a flora regional, adquirido geração após geração. Esse intenso comércio de plantas aromáticas 

motivou a elaboração de um projeto de pesquisas visando conhecer quais são as espécies 

comercializadas no Ver-o-Peso, os principais fornecedores, os municípios onde as mesmas 

são cultivadas, sua distribuição, origem, composição química dos seus óleos essenciais, além 

da elaboração de estudos anatômicos, palinológicos e agronômicos das referidas espécies. 

O estudo iniciou com a compra das amostras de espécies comercializadas no Ver-o-Peso, 

complementada por visitas aos locais de cultivo, culminando com os estudos científicos em 

laboratório. A riqueza de espécies aromáticas encontrada no Ver-o-Peso advém da expressiva 

flora do Pará, cujo principal representante é a Aniba rosaeodora Ducke, conhecida por paurosa, 

e que ao longo de décadas foi uma das mais importantes fontes de linalol para a 

perfumaria. Outros importantes produtos aromáticos locais são a resina do breu-branco 

(Protium spp.), sementes de cumaru (Dipteryx odorata(Aubl.) Willd.) e o óleo-de-copaíba 

(Copaifera spp.), todos explorados a partir de fontes silvestres. 

Apesar da grande biodiversidade vegetal nativa, a flora brasileira introduzida tem uma 

importante contribuição de outras regiões, desde o período colonial. Um dos trabalhos pioneiros

sobre o levantamento da flora aromática amazônica brasileira, incluindo as nativas e aclimatadas, 

foi realizado por Berg (1986) 1 , que registrou 352 espécies distribuídas em 63 famílias botânicas. 

Em 2009, Maia e Andrade 2 publicaram os dados de composição química dos óleos essenciais e 

extrativo de flores de 339 plantas aromáticas que ocorrem na Amazônia. Em 1984, Berg 3 realizou 

um levantamento etnobotânico no Ver-o-Peso, abrangendo as plantas usadas no artesanato local, 

medicinal, de “poder mágico”, frutíferas, ornamentais e várias aromáticas. 

A execução do projeto revelou que no Ver-o-Peso são comercializadas mais de uma centena de 

espécies aromáticas nativas, exóticas e aclimatadas. As plantas aromáticas, a maioria de porte 

herbáceo, são cultivadas em vários municípios do Pará, como Abaetetuba, Acará, Ananindeua, 

Barcarena, Distrito de Icoaraci, Igarapé-Miri, Marituba e na Ilha do Marajó. As amostras de cascas, 

resinas e óleo-resinas colhidas na floresta são transportadas para o Ver-o-Peso, local onde são 

comercializadas in natura ou em produtos artesanais preparados pelos próprios feirantes. Algumas 

dessas plantas aromáticas são utilizadas em produtos de perfumaria por empresas locais e 

nacionais, na forma de óleos essenciais ou extratos: arruda, breu-branco, casca-preciosa, catingade-mulata, 

cedro, chama, cumaru, oriza, mangerona, pataqueira, patchuli, priprioca e outras. 

Neste livro estão apresentados os resultados de pesquisas oriundos da execução do projeto 

“Plantas Aromáticas na Amazônia: Alternativa Econômica para Comunidades Rurais” (Proc. CNPq/ 

PNOPG 550560/01-7), que teve a coordenação do Museu Paraense Emílio Goeldi e vicecoordenação 

da Universidade Federal Rural da Amazônia, em que constam a identificação e 

características botânicas, fotos da plantas, o que facilitará o reconhecimento das espécies, além 

da composição química dos seus óleos essenciais e os locais de cultivo e abastecimento dos 

erveiros(as). Para algumas espécies foram realizados estudos polínicos e anatomia, principalmente 

das estruturas secretoras, além da cadeia produtiva do patchuli no estado do Pará. 

Nesta obra não foram incluídos usos populares locais e nem os citados na literatura científica, e 

não houve acesso ao conhecimento tradicional associado às espécies estudadas. As amostras de 

plantas estudadas foram adquiridas, em sua maioria, no Ver-o-Peso e em hortas de agricultores 

locais, fornecedores de plantas aromáticas para o Ver-o-Peso. Os autores esperam que essa obra 

venha a contribuir para ampliar o conhecimento científico sobre as plantas aromáticas 

comercializadas no estado do Pará. 

Os organizadores 

1 

BERG, M. E. Van den. Plantas aromáticas da Amazônia. In: SIMPÓSIO DO TRÓPICO ÚMIDO, 1. Vol. 2. Flora e 

floresta. Belém: DDT/EMBRAPA. p. 95-108, 1986. 

2 

MAIA, J. G. S.; ANDRADE, E. H. A. Database of the aromatic plants and their essential oils. Quím. Nova, v. 32, 

n. 3, p. 595-622, 2009. 

3 

BERG, M. E. Van den. Ver-o-Peso: the ethnobotany of an Amazonian market. Adv. Econ. Bot., v. 1, p. 140-149, 1984.

Sinopse das plantas aromáticas 

comercializadas no Complexo do Ver-o-Peso 

Antônio Elielson Sousa da Rocha 

INTRODUÇÃO 

O mercado do Ver-o-Peso, estabelecido no século XVII pelos portugueses, inicialmente tinha a 

função de ampliar o controle alfandegário na porta de entrada da região amazônica. Batizado 

de “Casa do Haver-o-peso”, o mercado servia de ponto de troca de mercadorias, uma vez que 

na região não havia moeda corrente (MEIRA FILHO, 1976). 

Somente no final do século XIX, impulsonado pelo fausto econômico do Ciclo da Borracha, foi 

construído o Mercado do Ver-o-Peso, em estrutura em ferro importada da Europa, no estilo art 

nouveau, e conservada até os dias de hoje, às margens da baía do Guajará. O atual Complexo 

do Ver-o-Peso engloba a Praça do Relógio, o Solar da Beira, os mercados de Peixe, de Carne, a 

Feira do Açaí e a Feira do Ver-o-Peso, onde estão instaladas as barracas do setor de ervas. 

Nestas barracas é comercializada uma grande diversidade de produtos, essencialmente vegetais, 

oriundos de diversas partes da Amazônia, o que tem tornando a Feira do Ver-o-Peso não só um 

ponto de aquisição de produtos naturais, mas também fonte de informações sobre a utilização 

da flora nativa e exótica na região. 

Entre os produtos mais procurados no setor de ervas destacam-se as plantas aromáticas, 

elementos de destaque na cultura cabocla amazônica. Tomar banho-de-cheiro com as plantas 

aromáticas vendidas no Ver-o-Peso faz parte da cultura paraense, especialmente na época das 

festas juninas e no final do ano. 

Diante da grande variedade de espécies e aromas associados a uma vasta diversidade de 

nomes vernaculares, objetivou-se com este trabalho realizar o levantamento das plantas 

aromáticas comercializadas nas barracas da Feira do Ver-o-Peso, fornecendo informações 

taxonômicas, morfológicas e sobre a origem das espécies. 

MATERIAL E MÉTODOS 

As amostras das espécies estudadas foram obtidas nas barracas de ervas da Feira do Ver-o- 

Peso e em hortas de agricultores locais, que são os principais fornecedores dessa matéria-

24 • Plantas Aromáticas do Ver-o-Peso 

prima para as erveiras e erveiros. As amostras foram herborizadas, identificadas e incorporadas 

ao acervo do Herbário João Murça Pires do Museu Paraense Emílio Goeldi (MG). A identificação 

botânica foi feita através da utilização de chaves analíticas e por comparação com amostras do 

herbário MG, determinadas por especialistas. As espécies estão apresentadas em ordem 

alfabética do nome vernacular, seguindo-se do nome científico, descrições morfológicas sucintas, 

distribuição geográfica, material testemunho e fotografia. 

RESULTADOS E DISCUSSÃO 

A flora aromática levantada no Complexo do Ver-o-Peso é composta por um conjunto de 78 

espécies, incluídas em 59 gêneros pertencentes a 26 famílias, sendo 12 Monocotiledôneas 

(3 famílias) e 66 Dicotiledôneas (23 famílias). As famílias Lamiaceae (15 spp.), Asteraceae 

(9 spp.), Piperaceae (7 spp.) e Zingiberaceae (7 spp.) foram as mais diversas. Piper (5), Ocimum 

(4) e Mentha (4) foram os gêneros mais diversos. 

Quanto à origem, 47 espécies são nativas e 31 exóticas, provenientes de diversas partes do 

mundo, todas apresentando ampla distribuição geográfica. Quanto ao hábito, 48 espécies são 

ervas, 14 árvores, 12 arbustos e 4 cipós. 

CARACTERIZAÇÃO E DISTRIBUIÇÃO DAS ESPÉCIES 

1. Abre-caminho 

Justicia pectoralis Jacq. (Acanthaceae) – Figura 1 

Erva com 30 cm de altura, decumbente, ramos jovens subquadrangulares, pilosos. Folhas 

2-8 cm de comprimento, opostas, membranáceas, estreito-ovaladas. Inflorescência até 6 cm 

de comprimento, em espigas terminais; brácteas e bractéolas lanceoladas, glabras. Flores 

sésseis, brancas, lilases ou roxas, sendo a abertura frequentemente com manchas roxas. Frutos 

7-8 mm de comprimento, pilosos. 

Duas morfoespécies de Justicia recebem nomes vernaculares distintos no Ver-o-Peso: trevocumaru 

e abre-caminho. Por se encontrarem geralmente estéreis, são diferenciadas pelas 

dimensões da lâmina foliar, maior em trevo-cumaru. É possível que essas morfoespécies sejam 

categorias infraespecíficas de J. pectoralis ou uma simples variação das folhas. 

MATERIAL TESTEMUNHO: Nascimento et al. CPA 179 (MG: 175.161); Zoghbi et al. CPA 001 (MG: 167.606). 

Justicia pectoralis ocorre do México ao Paraguai e Brasil e é frequente em ambientes úmidos. 

Espécie ruderal (HUNT, 2001).

Plantas Aromáticas do Ver-o-Peso • 25 

2. Alecrim-de-angola 

Vitex agnus-castus L. (Lamiaceae) – Figura 2 

Arbusto de até 2 m de altura. Folhas opostas, digitadas, até 7 folíolos 5-8 cm de comprimento, 

linear-lanceolados. Inflorescência em panículas de racemos terminais, flores campanuladas, 

bilabiadas, violáceas. 

Na Grécia e Roma antigas, as damas que juravam castidade colocavam ramos desta planta em 

suas camas, acreditando que esta possuía poder antiafrodisíaco. Daí resultou o nome científico 

da espécie (PIO CORRÊA, 1984). 

MATERIAL TESTEMUNHO: Andrade ARFL 41 (MG: 104.859). 

Vitex agnus-castus é originária do Mediterrâneo, podendo ser encontrada nas regiões quentes 

dos continentes africano, asiático e americano (DAVIDSE et al., 2012). 

3. Alfavaca 

Ocimum campechianum Mill. (Lamiaceae) – Figura 3 

Erva de 15-60 cm de altura; ramos solitários, tricomas esparsos. Folhas 0,5-7,5 × 0,5-5 cm, 

ovadas a elípticas, mais ou menos glabras, glandulares. Cálice florífero 2-4 mm; cálice frutífero 

6,5-10 mm, lobo superior conspicuamente decurrente formando uma ala ereta, marcadamente 

côncava adaxialmente, garganta aberta, glabra. Estames posteriores sem apêndice. 

Difere das demais espécies de Ocimum levantadas no Ver-o-Peso por ser a única a não apresentar 

apêndices nos estames posteriores e cálice frutífero com margem decurrente do lábio superior, 

formando uma ala ereta conspícua (DAVIDSE et al., 2012). 

MATERIAL TESTEMUNHO: Zoghbi & Oliveira CPA 016 (MG: 167.603). 

Ocimum campechianum ocorre desde os EUA até a Argentina e Antilhas. Frequente em áreas 

antropizadas (ALMEIDA; ALBUQUERQUE, 2002; DAVIDSE et al., 2012). 

4. Alfavacão 

Ocimum gratissimum L. (Lamiaceae) – Figura 4 

Erva de 0,5-1 m de altura; ramos inferiores com tricomas esparsos e poucas glândulas sésseis; 

nós tomentosos. Folhas 4-12 x 1-6 cm, elípticas a ovadas, mais ou menos glabras, glandulares. 

Cálice florífero 2-3 mm de comprimento; cálice frutífero 5-6,5 mm de comprimento, lobo


superior curtamente decurrente, garganta fechada, glabra por dentro, lobos médios do lábio 

inferior adpressos contra o lábio superior. Estames posteriores com apêndice. 

Diferencia-se das demais espécies de Ocimum comercializadas no Ver-o-Peso por ser a única a 

apresentar a garganta do cálice frutífero fechada (ALMEIDA; ALBUQUERQUE, 2002). 

MATERIAL TESTEMUNHO: Zoghbi CPA 015 (MG: 167.600). 

Ocimum gratissimum é originária da África, muito cultivada na América tropical. Naturaliza em 

todo o Brasil (ALMEIDA; ALBUQUERQUE, 2002). 

5. Alfazema 

Aloysia oblanceolata Moldenke (Verbenaceae) – Figura 5 

Arbusto de 1-3 m de altura. Folhas 1-3 cm comprimento, em fascículos de 2-8 por nó, mais ou 

menos sésseis, espatuladas ou oblanceolatas. Inflorescência em espiga, pedúnculo 0,5-2 cm de 

comprimento, ráquis 2-5 cm de comprimento. Cálice tubular, 4-lobado, pétalas brancas a lilás, 

tubo 2,5-3,8 de mm de comprimento. 

Dentro do gênero, A. oblanceolata se destaca pela forma espatulada ou oblanceolata da lâmina 

foliar, característica que deu origem ao nome da espécie. 


Siedo (2006) registra poucas populações de A. oblanceolata, apenas para o Paraguai e sul do 

Brasil. As plantas comercializadas no Ver-o-Peso são oriundas de cultivo. 

6. Anador 

Plectranthus barbatus Andrews (Lamiaceae) – Figura 6 

Arbusto ou subarbusto de 1-2 m de altura, ereto, piloso. Folhas simples ovais, piloso-aveludadas, 

margem crenada 5-7 cm de comprimento e 3-4 cm de largura. Inflorescência em racemos 

terminais. Flores verticiladas, sépalas verdes, pétalas lilás a roxa. 

Por apresentar folhas pilosas e grossas com bordas denteadas, P. barbatus pode ser confundida 

com P. amboinicus. A separação destas espécies, geralmente encontradas estéreis no Ver-o- 

Peso, é feita pela base da lâmina foliar, reta em P. amboinicus e cuneada em P. barbatus. 

MATERIAL TESTEMUNHO: Zoghbi s.n. (MG: 180.193). 

Plectranthus barbatus é, possivelmente, de origem africana (ALMEIDA; ALBUQUERQUE, 2002).

Figura 1. Justicia pectoralis. Foto: M. G. B. Zoghbi. 

Plantas Aromáticas do Ver-o-Peso • 27


Figura 2. Vitex agnus-castus. Foto: A. E. S. Rocha.

Figura 3. Ocimum campechianum. Foto: M. G. B. Zoghbi. 



Figura 4. Ocimum gratissimum. Foto: M. G. B. Zoghbi. 

Figura 5. Aloysia oblanceolata. Foto: A. E. S. Rocha.

Figura 6. Plectranthus barbatus. Foto: I. Gorayeb. 



7. Aniburana-cheirosa 

Amburana acreana (Ducke) A. C. Sm. (Fabaceae) – Figura 7 

Árvore de até 40m de altura. Folhas compostas, 17-25 folíolos, ovais ou avado-lanceolados, 

5-7 cm de comprimento, 3-4 cm de largura. Inflorescência em panícula. Flores brancas 

amareladas. Fruto uma vagem com 1 ou 2 sementes aladas. 

O gênero Amburana possui duas espécies: A. acreana e A. cearensis. Morfologicamente são 

semelhantes, chegando a serem tratadas como sinônimos por alguns autores, porém, de acordo 

com Killeen, Garcia e Beck (1993), A. acreana se diferencia por apresentar de 17 a 25 folíolos 

agudos, enquanto A. cearensis apresenta 10 a 15 foliolos emarginados. Apenas a semente 

desta espécie é comercializada no Ver-o-Peso. 

MATERIAL TESTEMUNHO: Kainer 49 (IAC: 868.764). 

Amburana acreana ocorre especialmente no Brasil, nos estados de Mato Grosso, Rondônia e 

Acre, podendo ser encontrada até nas caatingas do Nordeste (PIO CORRÊA, 1984). 

8. Anjo-da-guarda 

Croton sacaquinha Croizat (Euphorbiaceae) – Figura 8 

Arbusto ou árvore pequena. Folhas de 4-6 cm de comprimento, 2-3 cm de largura, ovais a 

elíptico-lanceoladas. Inflorescência 2-4 cm comprimento, em racemo. Flores verde-claras. 

MATERIAL TESTEMUNHO: Zoghbi & Andrade CPA 038 (MG: 167.619). 

Croton sacaquinha é possivelmente endêmica da Amazônia (AM, PA), sendo diferenciada de C. 

cajucara pelas folhas lanceoladas e pétalas da flor estaminada oblongo-lanceoladas (SECCO, 

2008). 

9. Arataciú 

Sagotia racemosa Baill. (Euphorbiaceae) – Figura 9 

Árvore de até 8 m de altura. Folha simples, alternas, Inflorescência em pequenos racemos terminais, 

com bractéolas caducas 1-3,5 mm de comprimento. Flores masculinas com pedicelo delgado no 

ápice e femininas com pedicelo espesso na base, pétalas ausentes, estames numerosos. 

O gênero possui duas espécies: S. racemosa e S. brachysepala, que se diferenciam pela ausência 

de pilosidade e sépalas linear-lanceoladas na primeira e presença de pilosidade e sépalas 

oblongas a obovadas na segunda (SECCO, 1990).


MATERIAL TESTEMUNHO: Cardoso s.n. (MG: 168.749) 

Sagotia racemosa ocorre em matas de terra firme, capoeiras, margens de rios e beiras de 

estrada no Brasil, Suriname, Venezuela, Colômbia, Guiana Francesa e Guiana (SECCO, 1990). 

10. Aroeira 

Schinus terebinthifolia Raddi (Anacardiaceae) – Figura 10 

Árvore de 2-6 m de altura, casca lisa e cinzenta. Folhas compostas, 5-14 cm de comprimento, 

5-9 folíolos, 1,5-7,5 cm de comprimento, lanceolados a elípticos. Inflorescência em panícula 

axilar a sub-terminal. Flores brancas. Frutos do tipo drupa, vermelhos. 

MATERIAL TESTEMUNHO: Zoghbi et al. CPA 005 (MG: 167.585). 

Schinus terebinthifolia é nativa da América tropical, introduzida em vários países como 

ornamental onde se tornou invasora agressiva (MORTON, 1978). 

11. Arruda 

Ruta graveolens L. (Rutaceae) – Figura 11 

Erva a subarbusto de ramos e folhas verde-azulados, até 1m de altura. Folhas compostas, até 

10 cm de comprimento, carnosas, obovadas. Inflorescência em corimbo. Flores pequenas, 

amarelas. Fruto uma cápsula com 4-5 lóbulos, rugoso. 

Michelangelo e Leonardo da Vinci afirmaram que foram graças aos poderes metafísicos da arruda 

que ambos tiveram sensíveis melhoras em seus trabalhos de criatividade (TORIANI, 2006). 


Ruta graveolens é nativa da Europa meridional, disseminada em todo o mundo. Na antiga 

Grécia e Roma utilizava-se arruda como amuleto medicinal e todo tipo de malefícios (PIO 

CORRÊA, 1984). 

12. Artemisia 

Ambrosia microcephala DC. (Asteraceae) – Figura 12 

Erva de cerca de 60 cm de altura. Folhas simples, alternas, membranáceas, 6-8 lobos, 6 x 3 cm, 

verde-acinzentadas. Inflorescência terminal em racemos de capítulos. Capítulos unissexuais, 

flores com pétalas 1-4, brancas.



Ambrosia microcephala ocorre na Guiana Francesa, Suriname e Brasil, nos estados do Pará, 

Maranhão, Piauí e Pernambuco (MONDIN; NAKAJIMA, 2012). 

13. Bastão-do-imperador 

Etlingera elatior (Jack) R. M. Smith (Zingiberaceae) – Figura 13 

Erva com rizoma de até 3,5 m de altura. Folhas até 90 cm de comprimento, 20 cm de largura, 

oblongas. Inflorescência vistosa, em racemo, brácteas róseas em diferentes tons, flores vermelhas 

com margem amarela. 

MATERIAL TESTEMUNHO: Nascimento et al. ARFL 076 (MG: 165.541). 

Etlingera elatior é nativa da Indonésia, atualmente distribuindo-se em toda a faixa tropical 

(LORENZI; HERMES, 2001). 

14. Beliscão 

Bacopa monnierioides (Cham.) B. L. Rob. (Plantaginaceae) – Figura 14 

Erva prostrada de 10-45 cm de altura; ramos pubescentes com tricomas brancos. Folhas 

2-3 cm de comprimento, 3-6 mm de largura, simples, opostas, oblongas, margem inteira, 

amplexicaule na base. Flores solitárias ou em fascículos de 2–5, bractéolas apicais no pedicelo, 

lobos exteriores do cálice ovados; pétalas brancas ou matizadas com azul. Cápsula 1-2 mm 

de comprimento, ovoide. 

Esta espécie está intimamente relacionada a B. axillaris (Benth.) Standl., porém se separa por 

apresentar segmentos do cálice menores e células glandulares nas bractéolas e lâminas foliares 

(SOUZA; GIULIETTI, 2009; HOLMGREN; VINCENT, 2005). 


Bacopa monnierioides ocorre na América Central, Brasil e Bolívia (SOUZA; GIULIETTI, 2009). 

15. Borboleta 

Hedychium coronarium J. König (Zingiberaceae) – Figura 15 

Erva de 1-3 m de altura. Folhas 20-60 cm de comprimento, elípticas; pecíolo quase ausente. 

Inflorescência 4-20 cm de comprimento, em racemo terminal, brácteas triangulares, verdes,


bractéolas tubulares; flores em grupos de 2-6, brancas com base amarela. Fruto até 20 mm de 

comprimento, cápsula subglobosa, alaranjado; sementes vermelhas. 

MATERIAL TESTEMUNHO: Zoghbi et al. CIP 016 (MG: 182.830). 

Hedychium coronarium é nativa da Indonésia e Himalaia, cultivada e naturalizada nos trópicos. 

Considerada espécie invasora, costuma invadir locais úmidos, tendo preferência por locais 

brejosos a pleno sol (LORENZI, 2008). Por este motivo, no restante do país é conhecida como 

lírio-do-brejo e mariazinha-do-brejo. 

16. Breu-branco 

Protium heptaphyllum (Aubl.) Marchand (Burseraceae) – Figura 16 

Árvore de cerca de 10 m de altura, casca vermelho-escura. Folhas opostas, imparipinadas, 

5-9 folíolos, 10-20 cm de comprimento, 07-12 cm de largura. Inflorescência em panícula 

terminal. Flores pequenas. Frutos vermelhos com 4 sementes brancas. 

Esta espécie exsuda uma resina oleosa e amorfa, comercializada no mercado do Ver-o-Peso. 

MATERIAL TESTEMUNHO: Carreira et al. PPCE 20 (MG: 165.134). 

Protium heptaphyllum habita as matas de terra firme, em solo argiloso, na Venezuela, Colômbia, 

Paraguai, Suriname e Brasil – na região amazônica, Maranhão, Piauí, Bahia, Minas Gerais e 

Goiás (CITÓ et al., 2006). 

17. Caapeba 

Piper peltatum L. (Piperaceae) – Figura 17 

Arbusto de 1-3 m de altura; ramos verdes, entrenós 6 -12 cm de comprimento. Folhas 15- 

30 cm de comprimento, peltadas, ovadas, quase orbiculares, ápice acuminado, base 

arredondada, palmatinervadas. Inflorescência 5-10 espigas axilares, brancas, tornando-se 

verdes. Frutos 0,4-0,5 mm de comprimento, obovoides, truncados. 

Piper peltatum é semelhante a P. umbellatum L.; difere desta por apresentar folha peltada 

(folhas cujo pecíolo parece estar inserido no meio da lâmina), enquanto P. umbellatum apresenta 

folha não peltada. 

MATERIAL TESTEMUNHO: Andrade et al. PA 021 (MG: 170.238). 

Ocorre na América Central, Antilhas e América do Sul. No Brasil, ocorre nos estados do Amazonas, 

Pará, Maranhão, Ceará e Mato Grosso (GUIMARÃES; GIORDANO, 2004).


Figura 7. Amburana acreana. Foto: www.arboreo.net. 

Figura 8. Croton sacaquinha. Foto: M. G. B. Zoghbi.

Figura 9. Sagotia racemosa. Foto: Reinaldo Aguilar (http://www.flickr.com/photos). 



Figura 10. Schinus terebinthifolia. Foto: M. G. B. Zoghbi.


Figura 11. Ruta graveolens. Foto: A. E. S. Rocha. 

Figura 12. Ambrosia microcephala. Foto: M. G. B. Zoghbi.


Figura 13. Etlingera elatior. Foto: A. E. S. Rocha.


Figura 14. Bacopa monnierioides. Foto: A. E. S. Rocha. 

Figura 15. Hedychium coronarium. Foto: M. G. B. Zoghbi.


Figura 16. Protium sp. Foto: D. D. Amaral. 

Figura 17. Piper peltatum. Foto: A. E. S. Rocha.


18. Canela 

Cinnamomum verum J. Presl. (Lauraceae) – Figura 18 

Árvore de até 10 m de altura. Folhas 7-15 x 4-8 cm, simples, alternas, oval-lanceoladas. 

Inflorescência em panículas axilares. Flor esverdeada. Fruto verde-arroxeado, com uma única 

semente, cerca 1 cm de comprimento. 

No Brasil, foi introduzida pelos padres Jesuítas ainda na primeira metade do século XVIII. Em 

sua região de origem o valor comercial desta planta é determinado de acordo com a idade, 

cultivo, processo de extração, secagem, altitude e topografia do terreno onde foi cultivada (PIO 

CORRÊA, 1984). 


Cinnamomum verum é nativa do Ceilão. Possivelmente o comércio de especiarias no mundo 

iniciou com esta espécie. Existem registros de C. verum em textos chineses datados do século 

IV a.C. (PURSEGLOVE; BROWN; GREEN, 1981). 

19. Capim-santo 

Cymbopogon citratus (DC.) Stapf. (Poaceae) – Figura 19 

Erva de até 2 m de altura, em touceira. Folhas basais com lâmina até 70 cm de comprimento. 

Inflorescência 40 x 15 cm, ramos 1-1,5 cm de comprimento; espiguetas de 1-4 pares, sésseis 

4,5-5,3 mm de comprimento, lanceoladas. 

Por estar bem aclimatada e ser de fácil cultivo, C. citratus é amplamente distribuída no Brasil, 

onde recebeu inúmeros nomes vernaculares, dentre eles destacamos: capim-cidró, capim-limão, 

capim-cheiroso, erva cidreira e capim-cidreira (VIRNA et al., 2001). 


Cymbopogon citratus é originária da Ásia tropical, cultivada em toda a América tropical 

(JUDZIEWICZ, 1991). 

20. Capitiú 

Siparuna guianensis Aubl. (Siparunaceae) – Figura 20 

Arbusto ou árvore 1,5-10 m de altura. Folhas 5-25 x 3-10 cm, simples, alternas, elípticas. 

Inflorescência unissexuada masculina ou com algumas flores femininas; flores masculinas 

obovoides, densamente estrelado-pubescentes; flores femininas ovoides, elipsoides ou 

obovoides. Receptáculo frutífero subglobosos, vermelho ou rosado, quando maduro, amarelo, 

abre-se expondo as minúsculas sementes.


MATERIAL TESTEMUNHO: Nascimento et al. BPM 026 (MG: 177.936). 

Siparuna guianensis ocorre desde a Nicarágua ao Brasil e Peru. Frequente em capoeiras (W 3 

TROPICOS, 2012). 

21. Carrapatinho-da-laranjeira 

Peperomia rotundifolia (L.) Kunth (Piperaceae) – Figura 21 

Erva 15-30 cm de comprimento, epífita, entrenós 0,9-1,5 cm de comprimento. Folhas 0,5- 

0,9 cm de comprimento, simples no ápice dos ramos, orbiculares ou ovadas, 3 nervuras, com 

numerosas terciárias, peltadas. Inflorescência em espiga, terminal, verde ou amarelada. Fruto 

0,3 mm de diâmetro, globoso, amarelo. 

MATERIAL TESTEMUNHO: Silva 05 (MG: 184.923). 

Peperomia rotundifolia ocorre no Suriname e Brasil, nos estados do Amazonas, Pará, Acre, 

Pernambuco, Bahia, Minas Gerais, Espírito Santo, Rio de Janeiro, São Paulo, Paraná, Santa Catarina 

e Rio Grande do Sul (MEDEIROS, 2006). 

22. Casca-preciosa 

Aniba canelilla (Kunth) Mez (Lauraceae) – Figura 22 

Árvore de até 35 m de altura. Folhas 15 x 8 cm de comprimento, simples, alternas, lanceoladas, 

ápice agudo, base cuneada. Inflorescência em panículas axilares, pequenas; flores cremes. 

Informados que poderiam encontrar grandes quantidades de canela (Cinnamomum verum) 

nas Américas e romper o monopólio da venda desta especiaria, que na época encontrava-se 

nas mãos dos portugueses, os espanhóis subiram o Amazonas até próximo aos Andes, onde 

encontraram uma árvore com o mesmo cheiro, onde findaram a busca. Tratava-se de Aniba 

canelilla (GOTTLIEB; MAGALHÃES, 1960). 

MATERIAL TESTEMUNHO: Valderi s.n. (MG: 174904). 

Aniba canelilla ocorre na Bolívia, Guianas, Peru, Brasil e Venezuela. Na Amazônia possui larga 

distribuição, porém não é frequente em parte alguma (CAMPOS PORTO, 1936). 

23. Catinga-de-mulata 

Aeollanthus suaveolens Mart. ex Spreng. (Lamiaceae) – Figura 23 

Erva de 20-30 cm de altura. Folhas 2-4 cm comprimento, 1-2cm de largura, simples, carnosas, 

opostas cruzadas, sésseis, oblongas a ovadas, base cordada. Inflorescência em espiga formando


panícula aberta, 2-5cm comprimento, brácteas pequenas. Flores com cálice esverdeado e pétalas 

lilases. 

MATERIAL TESTEMUNHO: Milton & Júnior 1290 (MG: 165.473). 

Aeollanthus suaveolens é de origem africana, sendo cultivada como planta medicinal no Brasil 

(ALMEIDA; ALBUQUERQUE, 2002). 

24. Cedro 

Cedrela odorata L. (Meliaceae) – Figura 24 

Árvore de até 30 m de altura, folhas até 50 cm de comprimento, compostas, paripinadas , 3-12 

pares de folíolos, 6-15 x 3-5 cm, opostos. Inflorescência em panícula terminal, flores creme, 

estames 5, unidos na base. Fruto cápsula obovoide, verde quando imaturo e castanho quando 

maduro, sempre revestido por lenticelas, abrindo-se em 5 valvas. Sementes aladas, 

avermelhadas. 

O grande número de sinônimos apresentados por C. odorata, cerca de 30, é decorrente da 

grande variação morfológica apresentada, principalmente na folhas (PENNINGTON; STYLES; 

TAYLOR, 1981). 

MATERIAL TESTEMUNHO: Zoghbi et al. CIP 26 (MG: 181.759). 

Cedrela odorata é originária da América tropical, distribui-se desde o México até o norte da 

Argentina, Paraguai, Peru, Venezuela e Brasil (PENNINGTON; STYLES; TAYLOR, 1981). 

25. Chama 

Mentha x piperita L. (Lamiaceae) – Figura 25 

Erva estolonífera, caule quadrangular. Folhas 3-4 cm de comprimento, 2 cm de largura, opostas 

cruzadas, oval-lanceoladas, pecioladas, pilosas, margem serrilhada. Inflorescência em espiga 

terminal, flores lilases. 

Trata-se de um híbrido estéril, produto do cruzamento entre M. spicata L. e M. aquatica L. 

(SATO et al., 1996). O nome (piperita = pimenta) está relacionado ao sabor apimentado de suas 

folhas. No Ver-o-Peso foram levantados dois morfotipos de Mentha x piperita, um de folhas 

pilosas e outro de folha glabra. 


Mentha x piperita, que é originária da Ásia e Europa. Na região amazônica foi coletada amostra fértil.


Figura 18. Cinnamomum verum. Foto: M. G. B. Zoghbi.


Figura 19. Cymbopogon citratus. Foto: M. G. B. Zoghbi. 

Figura 20. Siparuna guianensis. Foto: A. E. S. Rocha.


Figura 21. Peperomia rotundifolia. Foto: I. Gorayeb.


Figura 22. Aniba canelilla. Foto: D. Sasaki (www.kew.org). 

Figura 23. Aeollanthus suaveolens. Foto: M. G. B. Zoghbi.


Figura 24. Cedrela odorata. Foto: A. E. S. Rocha. 

Figura 25. Mentha x piperita. Foto: M. G. B. Zoghbi.


26. Cibalena 

Ocimum carnosum (Spreng.) Link & Otto ex Benth. (Lamiaceae) – Figura 26 

Erva de 0,3-1 m, ramos escassamente pilosos. Folhas 1,5-10 × 0,5-5 cm, ovadas, glabras, Flores 

com uma bráctea subjacente decídua, deixando uma cicatriz proeminente cupuliforme; cálice 

florífero 3-5 mm de comprimento; cálice frutífero 6-10 mm de comprimento, lobo superior 

decurrente, garganta aberta, glabra por dentro. Estames posteriores com apêndice. 

Diferencia-se das demais espécies de Ocimum levantadas por apresentar brácteas decíduas e 

uma glândula cupuliforme abaixo da inflorescência (cimas), sendo que por esta característica 

pode ser confundida com O. transamazonicum E. Pereira, separando-se desta por apresentar 

garganta do cálice frutífero aberta (ALMEIDA; ALBUQUERQUE, 2002). 

MATERIAL TESTEMUNHO: Zoghbi & Oliveira CPA 122. (MG: 184.930). 

Ocimum carnosum ocorre no México, Mesoamérica, Paraguai, Uruguai, Argentina e Brasil 

(DAVIDSE et al., 2012). 

27. Cipó-curimbó 

Bignonia nocturna (Barb. Rodr.) L. G. Lohmann (Bignoniaceae) – Figura 27 

Cipó. Folhas compostas, bifolioladas, folíolos 12-15 cm de comprimento, 7-10 cm de largura, 

ovais, arredondados a cordados, geralmente apresentando gavinha simples. Inflorescência em 

racemo terminal. Flores tubulosas, sépalas verdes e pétalas brancas. Fruto cerca de 10 cm de 

comprimento , cápsula ovoide-cilíndrica. 

MATERIAL TESTEMUNHO: Andrade et al. PPCE 400 (MG: 169.129). 

Bignonia nocturna ocorre no Panamá, Bolívia, Colômbia, Peru, Guiana Francesa, Suriname e 

Brasil (W 3 TROPICOS, 2012). 

28. Cipó-d’alho 

Mansoa standleyi (Steyerm.) A. H. Gentry (Bignoniaceae) – Figura 28 

Cipó com forte odor de alho. Folhas compostas de dois folíolos, folíolos 3-20 cm de comprimento, 

elípticos; as vezes com 1 gavinha trífida. Inflorescência em racemos axilares ou terminais. Flores 

tubulares roxo-purpúreas; cálice verde, com mais de 13 cm de comprimento. Fruto cápsula 

oblongo-linear, comprimida, sem nervura principal aparente; sementes delgadas, 2-aladas, 

paleáceas.


MATERIAL TESTEMUNHO: Zoghbi CIP 082 (MG: 188.715). 

Mansoa standleyi ocorre desde a Guatemala até a Amazônia peruana e brasileira. Destaca-se 

pela gavinha trífida e cálice longo, mais de 13 cm de comprimento (W 3 TROPICOS, 2012). 

29. Cipó-uíra 

Guatteria scandens Ducke (Annonaceae) – Figura 29 

Cipó escandente. Folhas simples, alternas, elípticas ou ovado-oblongas, 14-20 cm de 

comprimento, 6-8 cm de largura. Flores solitárias, esverdeadas. Fruto uma baga roxo-escura, 

cerca de 15 mm de comprimento. 

MATERIAL TESTEMUNHO: Oliveira 526 (MG: 172.838). 

Guatteria scandens ocorre no Brasil e Guianas (CAMPOS PORTO, 1936). Esta é possivelmente 

uma das raras Guatteria cipó do Brasil. 

30. Cominho 

Pectis elongata Kunth (Asteraceae) – Figura 30 

Erva de até 1 m de altura, muito ramificada na metade superior. Folhas até 5 cm de comprimento, 

simples, lineares, agudas. Inflorescência em capítulos com bractéolas escamiformes dispersas. 

Flores amarelas. Frutos 2-2,5 mm de comprimento, com 3-10 cerdas delgadas, 2-5 mm de 

comprimento, com alguns espécimes apresentando poucas escamas mais curtas. 

MATERIAL TESTEMUNHO: Oliveira et al. CPA 031 (MG: 167.579). 

Pectis elongata ocorre do México ao Brasil (W 3 TROPICOS, 2012). 

31. Copaíba 

Copaifera spp. (Fabaceae) – Figura 31 

Árvores até 35 m de altura. Folhas 3-7 x 1,5-2 cm, compostas (6 a 8 pares de folíolos). 

Inflorescência terminal, racemosa ou panículas estreitas. Flores sésseis, cálice vermelhoferrugíneo, 

glabro externamente e branco denso piloso internamente. Frutos uniloculares 

cerca de 3 cm de diâmetro, tornando-se vermelhos quando maduros, sementes ovoides. 

Os óleos de três espécies de Copaifera são comercializados no mercado do Ver-o-Peso. O óleo 

de Copaifera reticulata é mais fino, de odor fraco e coloração amarelo-claro; o de C. duckei é


mais viscoso, de odor forte e coloração vermelho intenso e o de C. martii é mais denso, de odor 

forte e coloração marrom (BARBOSA; SCUDELLER, 2009). 

MATERIAL TESTEMUNHO: Zoghbi & Nascimento BPM 232 (MG: 188.749). 

32. Cordão-de-são-francisco 

Leonotis nepetifolia (L.) R. Br. (Lamiaceae) – Figura 32 

Erva de até 2 m de altura. Folhas 4-10 cm de comprimento, ovadas ou lanceoladas, margem 

crenada nos 2/3 apicais. Inflorescência 2-7 cm de comprimento, em glomérulos densos na 

axila de uma folha reduzida, bractéolas espinhosas. Numerosas flores tubulares, alaranjadas. 

Cálice frutífero 20-26 mm de comprimento. 


Leonotis nepetifolia é nativa da África, naturalizada em toda região tropical. Comum em áreas 

alteradas (PIO CORRÊA, 1984). É uma planta daninha em todo o país (LORENZI, 2008). 

33. Cravo 

Tagetes erecta L. (Asteraceae) – Figura 33 

Erva com odor acre, de 0,3-1 m de altura. Folhas 3-4 cm de comprimento e 5-8 mm de largura, 

opostas na parte inferior, alternas na superior, raquis alada, folíolos imparipinados, lanceolados, 

agudos, margem serrilhada, os inferiores reduzidos. Inflorescência em capítulo solitário e 

terminal. Flores amarelas a alaranjadas, tubulares. Frutos com 4 ângulos, 6,5-9 mm de 

comprimento. 

A forma e cor das pétalas de T. erecta são extremamente variáveis. A gama de cores vai do 

branco ao creme, amarelo, dourado e laranja. Há muitos cultivares híbridos disponíveis para 

jardineiros. No Ver-o-Peso foram encontradas duas morfoespécies: amarela com pétalas 

estreitas e alaranjada com pétalas mais expandidas. 


Tagetes erecta é provavelmente, nativa do México, onde é conhecida como “Flor de muerto”, 

sendo cultivada desde os tempos pré-coloniais (W 3 TROPICOS, 2012). 

34. Cumaru 

Dipteryx odorata (Aubl.) Willd.(Fabaceae) – Figura 34


Árvore até 30 m de altura, tronco reto. Folhas 15-20 cm de comprimento, compostas, 

imparipinadas, alternas; incluindo o pecíolo; a raque se projeta sem folíolos na zona apical. 

Inflorescência 15-30 cm de comprimento, em panículas terminal, ferrugíneo-pubescente. Flores 

aromáticas, pequenas, rosadas. Fruto 5-6,5 cm de comprimento, do tipo legume drupáceo, 

ovalado, lenhoso. 

MATERIAL TESTEMUNHO: Nascimento ARFR 121 (MG: 104.957). 

Dipteryx odorata é encontrada na Amazônia brasileira, do Acre até o Maranhão (LORENZI, 2002). 

35. Desatrapalha 

Cassytha filiformis L. (Lauraceae) – Figura 35 

Cipó herbáceo, parasita; ramos filiformes, alaranjados. Folhas minúsculas, cerca de 1 mm de 

comprimento. Inflorescência 1-2 cm de comprimento, em espiga com poucas flores; tépalas 

desiguais, persistentes, amareladas. Frutos envolvidos no tubo floral concrescido. 

MATERIAL TESTEMUNHO: Zoghbi & Nascimento BPM 144 (MG: 180.170). 

Cassytha filiformis possui distribuição cosmopolita. Dentre as 17 espécies do gênero, apenas 

esta ocorre na América tropical (WEBER, 1981). No estado do Pará ocorre preferencialmente 

em ambientes costeiros ou savanas. 

36. Desempata 

Sphagneticola trilobata (L.) Pruski (Asteraceae) – Figura 36 

Erva prostrada; ramos carnosos. Folhas 3-12 x 1-3,5 cm, simples, opostas, lanceoladas a elípticas 

ou obovadas, as maiores com 2 lobos laterais. Inflorescência em capítulo amarelo, solitário nas 

axilas superiores, pedúnculo 5-10 cm comprimento, densamente piloso. Aquênios, 4-5 mm 

comprimento, oblanceolados. 


Sphagneticola trilobata ocorre na maior parte dos trópicos e subtrópicos, ausente na África. 

Nas Américas ocorre desde o México até o Brasil, onde é comum em toda a faixa litorânea, 

geralmente em ambiente úmido (W 3 TROPICOS, 2012). 

37. Elixir-paregórico 

Piper callosum Ruiz & Pav. (Piperaceae) – Figura 37


Arbusto de cerca de 3 m de altura. Folhas 10-15 cm de comprimento 5-7 cm de largura, simples, 

alternas, elípticas, ápice acuminado, base cuneada. Inflorescência 3-5 cm de comprimento, em 

espiga verde, opositifólia. 


Piper callosum ocorre em toda a América Tropical, recentemente introduzida no sul dos Estados 

Unidos e Ásia. Possivelmente esta espécie seja a mais comum do gênero na América tropical 

(CALLEJAS, 2001). 

38. Erva-cidreira 

Lippia alba (Mill.) N. E. Br. (Verbenaceae) – Figura 38 

Arbusto de até 2 m de altura. Folhas 1,5-5,5 cm de comprimento, elípticas ou lanceoladas, 

margem serrilhada. Inflorescência 0,5-1 cm de comprimento, em espiga axilar, brácteas verdes; 

flores roxo-pálidas com centro amarelo. 

Diversas espécies aromáticas de várias famílias botânicas, no Brasil são denominadas vulgarmente 

como erva-cidreira. No Ver-o-Peso a erva cidreira é L. alba. Distingue-se das demais pelas folhas 

ásperas e grandes, inflorescência com até 8 flores linguladas externas em torno de um amplo 

conjunto de flores ainda fechadas (TAVARES; MOMENTÉ; NASCIMENTO, 2011). 


Lippia alba ocorre desde os Estados Unidos até a Argentina. Comum em áreas alteradas (POOL; 

RUEDA, 2001). 

39. Erva-de-jabuti 

Peperomia pellucida (L.) Kunth (Piperaceae) – Figura 39 

Erva carnosa de 10-15 cm de altura, entrenós 2,5-4 cm de comprimento. Folhas 2-3 cm de 

comprimento e 1-2 cm de largura, simples, ovadas a deltoides, ápice acuminado, base cordada. 

Inflorescência em espiga terminal, axilar ou oposta, solitária, verde. Fruto 0,3-0,5 mm de 

comprimento, globoso-elipsoide, estriado. 

MATERIAL TESTEMUNHO: Ferdinando PDB 165 (MG: 181.632). 

Peperomia pellucida ocorre na América do Norte, Central (Antilhas) e América do Sul, cultivada 

como erva medicinal. Comum em áreas úmidas, antropizadas (GUIMARÃES; GIORDANO, 2004).


Figura 26. Ocimum carnosum. Foto: M. G. B. Zoghbi. 

Figura 27. Bignonia nocturna. Foto: A. E. S. Rocha.

Figura 28. Mansoa standleyi. Foto: M. G. B. Zoghbi. 



Figura 29. Guatteria scandens. Foto: http://www.flickr.com/photos/cetp/. 

Figura 30. Pectis elongata. Foto: A. E. S. Rocha.

Figura 31. Copaifera martii. Foto: M. G. B. Zoghbi. 



Figura 32. Leonotis nepetifolia. Foto: A. E. S. Rocha.

Figura 33. Tagetes erecta. Foto: M. G. B. Zoghbi. 



Figura 34. Dipteryx odorata. Foto: A. E. S. Rocha. 

Figura 35. Cassytha filiformis. Foto: A. E. S. Rocha.

Figura 36. Sphagneticola trilobata. Foto: E. H. A. Andrade. 



Figura 37. Piper callosum. Foto: M. G. B. Zoghbi. 

Figura 38. Lippia alba. Foto: I. Gorayeb.

Figura 39. Peperomia pellucida. Foto: A. E. S. Rocha. 



40. Estoraque 

Ocimum americanum L. (Lamiaceae) – Figura 40 

Erva 0,15-0,5m; ramos solitários, com tricomas adpressos. Folhas 8-25 × 5-20 mm, ovadas a 

elípticas, mais ou menos glabras, glandulares, Cálice florífero 2-3,5 mm; cálice frutífero 3-5 mm, 

lobo superior levemente decurrente, garganta aberta com denso anel de tricomas. Estames 

posteriores com apêndice. 

Dentre as espécies do gênero levantadas no Ver-o-Peso, O. americanum apresenta o menor 

porte (cerca 30 cm) e lâmina foliar com as menores dimensões, entre 1-5 cm de comprimento. 

Ocimum americanum apresenta grande semelhança com O. basilicum e O. africanum; 

diferencia-se pelo cálice frutífero menor (3-4 cm), ramos mais pilosos, com tricomas longos e 

curtos (DAVIDSE et al., 2012). Destaca-se também a semelhança entre O. americanum, O. 

basilicum e O. minimum, diferenciando-as basicamente pelo porte da planta, dimensões da 

lâmina foliar e presença ou ausência de lenho (ALMEIDA; ALBUQUERQUE, 2002). 

MATERIAL TESTEMUNHO: Zoghbi & Oliveira CPA 021 (MG: 167.588) 

Ocimum americanum é originária da África, cultivada na América tropical, naturalizada por 

todo o Brasil (ALMEIDA; ALBUQUERQUE, 2002). 

41. Eucalipto 

Eucalyptus spp. (Myrtaceae) – Figura 41 

Árvore de 40-60 m de altura, casca branca, cinza ou verde, em longas e estreitas tiras. Folhas 

10-20 cm de comprimento, 2-4 cm de largura, alternas, lanceoladas. Inflorescência em umbela. 

Flores brancas com numerosos estames. Fruto cerca de 8 cm de comprimento, uma cápsula 

cônica. 

O gênero Eucalyptus possui cerca de 700 espécies, com dezenas delas introduzidas no Brasil. Pelo 

menos 8 espécies são recomendadas para o cultivo na Amazônia (FERREIRA; SILVA, 2004), com 

destaque para E. grandis e E. urophylla, certamente mais de uma delas podem ser comercializadas 

no Ver-o-Peso. A comercialização de amostras estéreis dificulta a identificação da espécie. 

MATERIAL TESTEMUNHO: Nascimento MSP 083 (MG: 175187) 

42. Fedegoso 

Heliotropium indicum L. (Boraginaceae) – Figura 42


Erva ou subarbusto de até 1 m de altura, ereto, ramos angulosos. Folhas 3-10 cm de 

comprimento, alternas e subopostas no mesmo indivíduo, membranácea, ovado-elíptica, ovadodeltoide. 

Inflorescência 4-28 cm de comprimento, fortemente escorpioide, axilar e terminal, 

congesta apenas no ápice. Flores brancas 3-5 mm de comprimento, tubo subcilíndrico. 

Fedegoso é facilmente reconhecida pela inflorescência com ápice curvado (escorpioide). 


Heliotropium indicum se distribui em todas as regiões quentes do mundo, geralmente em 

margens de rios, matas ciliares, várzeas, pastagens e áreas sujeitas a inundações periódicas, 

em solos arenosos (MELO; SEMIR, 2008). 

43. Gengibre 

Zingiber officinale Roscoe (Zingiberaceae) – Figura 43 

Erva de até 2 m de altura. Folhas 5-30 x 1-3 cm, lineares, glabras; pecíolo ausente. Inflorescência 

3,5-7 cm de comprimento, em racemo basal, espiciforme, no ápice de ramo sem folhas, brácteas 

ovado-elípticas a obovadas, 2-3 cm de comprimento. Flores amarelo-esverdeadas; labelo roxo 

escuro, com manchas amarelo-creme. Cápsula subglobosa; sementes negras com arilo branco. 

MATERIAL TESTEMUNHO: Zoghbi MSP 101 (MG: 175.197). 

Zingiber officinale é originária da Ásia (Índia e China) (MAAS; MAAS, 2001). No Ver-o-Peso é 

vendido apenas o rizoma da planta, este internamente branco. 

44. Hortelã-de-panela 

Mentha spicata L. (Lamiaceae) – Figura 44 

Erva de cerca de 60 cm de altura. Folhas 2-3 cm de comprimento, 1-2 cm de largura, simples, 

opostas, oblongo-lanceoladas, margem serrilhada. Inflorescência cerca de 5 cm de comprimento, 

terminal, em racemo. Flores com cálice verde e pétalas brancas. Na região amazônica não foi 

coletada amostra fértil. 


Mentha spicata é originária da Eurásia, disseminada em todo o mundo. Uma das espécies de 

hortelã mais cultivadas no Brasil (CHOUDHURY; KUMAR; GARG, 2006). 

45. Hortelã-da-folha-grande 

Plectranthus amboinicus (Lour.) Spreng. (Lamiaceae) – Figura 45


Erva ou subarbusto, atinge de 1-1,5 m de altura. Folhas 3-5 cm de comprimento, ovadooblongas, 

carnosas, ápice agudo, base reta, densamente pilosa, margem crenada. Inflorescência 

em racemo terminal, flores de coloração azulada. 

MATERIAL TESTEMUNHO: Carreira et al. PPCE 20 (MG: 165.134). 

Plectranthus amboinicus é nativa do sul da Ásia oriental (ALMEIDA; ALBUQUERQUE, 2002). 

46. Hortelã-pimenta 

Mentha pulegium L. (Lamiaceae) – Figura 46 

Erva perene, de cerca 15 cm de altura. Folhas 8-10 mm de comprimento, simples, opostas, 

ovadas a elípticas, glabra a pilosa, margem lisa a esparsamente denteada, base aguda, cálice 

tubular, levemente curvado, 2 lobos triangulares, tubo da corola piloso no interior da garganta, 

estames 4, fruto ovoide. 

MATERIAL TESTEMUNHO: Rocha s.n. (material estéril, sem registro). 

Mentha pulegium é nativa da Europa e Ásia, cultivada nas Américas (BO HE SHU, 1994) e se 

caracteriza por seu cálice tubular. No restante do país esta espécie é conhecida por poejo. 

47. Japana 

Ayapana triplinervis (M.Vahl) R. M. King & H. Rob. (Asteraceae) – Figura 47 

Erva de cerca de 1 m de altura, ramos arroxeados. Folhas 5-9 cm de comprimento, opostas, 

ovadas ou ovado-lanceoladoas, base arredondada, trinervadas. Inflorescência em capítulos, 

com 20 a 30 flores violáceas. 

MATERIAL TESTEMUNHO: Nascimento et al. CPA 158 (MG: 175.140) 

Ayapana triplinervis é nativa da América do Sul com registros para o Equador, Peru, Guianas, 

Guiana Francesa, Suriname, Porto Rico, Havaí, Índia, Vietnam, Inglaterra, Ilhas Mascarenhas e 

Bangladesh (GAUVIN-BIALECKI; MARODON, 2009). 

48. Jasmim-de-santo-antônio 

Jasminum officinale L. (Oleaceae) – Figura 48 

Cipó. Folha 8-12 cm de comprimento, composta, opostas, até 9 folíolos 1,5-2,5 cm comprimento, 

lanceolados. Inflorescência subumbelada terminal, flores brancas, longipediceladas, tubulares, 

lobos agudos, lineares; estames 2 no tubo da corola. Fruto do tipo baga, negra.


MATERIAL TESTEMUNHO: Rocha 1529 (MG 205.577). 

Jasminum officinale é originária da Ásia e África, hoje bastante difundida no Brasil. Destaca-se 

no gênero por apresentar lobos agudos lineares e inflorescência subumbelada (SHU, 1996). 

49. Jatobá 

Hymenaea courbaril L. (Fabaceae) – Figura 49a-b 

Árvore de até 20 m de altura, resinosa. Folhas 5-10 x 2-4 cm, 2-folioladas; folíolos falcados. 

Inflorescência em corimbo paniculada, terminal, Flor com cálice 4-lobado, coriáceo, tomentoso; 

pétalas 5, brancas ou purpúreas. Fruto 7-12 x 3.5-5 cm, lenhoso, áspero, marrom, indeiscente. 

Dentro da família, H. courbaril se destaca por apresentar folhas bifolioladas e fruto lenhoso indeiscente. 

Dentro do gênero se separa pelas folhas glabras e sépalas velutinas (LANGENHEIM et al., 1982). 

MATERIAL TESTEMUNHO: Silva s.n. (MG: 199.729). 

Hymenaea courbaril ocorre do México até o Centro-Oeste do Brasil (LANGENHEIM et al., 1982). 

50. Lençol-de-santa-bárbara 

Piper marginatum Jacq. (Piperaceae) – Figura 50 

Arbusto de 1-4 m de altura. Folhas 10-20 x 10-15 cm, simples, alternas, simétricas, ovadas, 

ápice acuminado, base cordada, palmatinervias. Inflorescência ereta e curvada, brancoamareladas. 

Flores agrupadas na ráquis, sésseis; 4 estames. Frutos ovoides, marrom-escuros 

quando secos. 

MATERIAL TESTEMUNHO: Andrade et al. 736 (MG: 181.308). 

Piper marginatum ocorre na América Central, Antilhas e América do Sul. No Brasil, nos estados 

do Amazonas, Pará, Ceará, Paraíba e Pernambuco (GUIMARÃES; GIORDANO, 2004). 

51. Losna 

Artemisia vulgaris L. (Asteraceae) – Figura 51 

Erva de 05-1,5 m de altura. Folhas até 10 cm de comprimento e até 8 cm de largura, simples, 

terminais, oblogo-lanceoladas, com um a vários lóbulos. Inflorescência 6-8 cm de comprimento, 

em capítulos axilares. Flores com pétalas rosa e estames amarelos. 

MATERIAL TESTEMUNHO: Zoghbi et al. CPA 008 (MG: 167.604).


Artemisia vulgaris é uma erva daninha perene nativa das regiões de clima temperado (Ásia, 

Europa e América do Norte). Está disseminada em todo o mundo. Desde o antigo Egito esta 

planta é utilizada como medicinal (PIO CORRÊA, 1984). 

52. Macacaporanga 

Aniba parviflora (Meisn.) Mez (Lauraceae) – Figura 52 

Árvore de pequeno porte. Folhas 12-25 x 4-9 cm, cartáceas ou subcoriáceas, lanceoladas a 

elípticas. Panículas 4-8 cm de comprimento, axilares. Flores 2,5 mm de comprimento, sésseis; 

estames eretos, anteras glabras. Fruto 3,3 x 2,0 cm, elipsoide; cúpula verruculosa ou ligeiramente 

tuberculada. 

Aniba parviflora é semelhante a A. rosaeodora, porém distintas quimicamente. A. parviflora 

apresenta suas folhas moídas muito mais verdes, enquanto A. rosaeodora apresenta folhas 

moídas amarronzadas (BARCELOS; BARATA; MAGALHÃES, 2012). 

MATERIAL TESTEMUNHO: Lima & Sandin s.n. (MG: 168.715). 

Espécie típica de floresta alta, distribuída no Suriname e Brasil (Amazônia) (KUBITZKI; RENNER, 

1982). 

53. Macela 

Pluchea sagittalis (Lam.) Cabrera (Asteraceae) – Figura 53 

Erva de até 1 m de altura; ramos alados pela decurrência das folhas. Folhas 5-10 x 1,5-4 cm, 

alternas, lanceoladas ou elíptico-lanceoladas, margem finamente serreada. Inflorescência cimoide 

com capítulos pedunculados. Flores marginais femininas, branca; flores centrais masculinas, 

vináceas. Papus 2,8-3 mm, cerdoso. 

MATERIAL TESTEMUNHO: Lima & Maia s.n. (MG: 104.825). 

Pluchea sagittalis ocorre no Brasil Paraguai, Uruguai e Argentina. Planta daninha de pequena 

importância (LORENZI, 2008). 

54. Malva-rosa 

Pelargonium graveolens L’ Hér. (Geraniaceae) – Figura 54 

Erva ereta a decumbente, aromática. Folhas simples, lâmina inteira a palmada. Inflorescência 

em pseudo-umbelas com 1-20 flores cada. Flores brancas, rosa, rosa-roxo ou roxo, pétalas


posteriores com roxo-escuro, vinho, vermelho ou vermelho-escuras, estames férteis 7, sendo 

4 maiores, 1 médio e dois 2 menores. 


Pelargonium graveolens é originária da África do Sul, disseminada por toda a América 

(ARRIGONI-BLANK et al., 2011). 

55. Mangarataia 

Curcuma longa L. (Zingiberaceae) – Figura 55 

Erva rizomatosa de até 1 m de altura, rizoma amarelo ou alaranjado internamente. Bainha 

10-25 cm de comprimento, lígula membranosa, pecíolo 5-8 cm, lâmina elíptica ou lanceolada, 

glabra. Inflorescência 25-30 cm comprimento, terminal, brácteas oblongas a obovadas. Cálice 

tubular, ápice 3-lobado, corola tubular, estaminoides oblongos, amarelo pálido, ápice truncado 

ou arredondado, 3-lobado, lobo do meio emarginado. 

De acordo com Pickel (2008) duas plantas com o nome de gengibre são cultivadas em Pernambuco, 

a saber: gengibre branco (Z. officinale) o verdadeiro e o gengibre amarelo (Curcuma longa L.). 

No Ver-o-Peso é vendido apenas o rizoma (amarelo-alaranjado internamente). 

MATERIAL TESTEMUNHO: Madson s.n. (MG 99.258). 

Curcuma longa é originária das florestas tropicais da Índia. No Brasil, onde foi introduzida 

ainda no período imperial, é frequentemente confundida com o açafrão (Crocus sativus L.), 

embora sejam taxonomicamente distintas (SIGRIST, 2009). 

56. Mangerona 

Lippia thymoides Martius & Schauer (Verbenaceae) – Figura 56 

Arbusto de 1,5 m de altura, ramos glabros, quadrangulares. Folhas 0,7-0,9 cm de comprimento, 

verticiladas, discolores, membranáceas, oblanceoladas a espatuladas, ápice arredondado, 

margem inteira. Inflorescência até 6 mm de comprimento, em cimeira helicoidal, axilar, brácteas 

2x3 mm de comprimento. Flores brancas a amarelo-alaranjadas, lobos arredondados, 

pubescentes externamente e glabros internamente. 

MATERIAL TESTEMUNHO: Oliveira & Zoghbi 905 (MG: 190.450). 

Lippia thymoides ocorre apenas nos estados da Bahia e Minas Gerais (Caatinga). No Pará, esta 

espécie é cultivada (SALIMENA et al., 2012; W 3 TROPICOS, 2012).


Figura 40. Ocimum americanum. Foto: M. G. B. Zoghbi. 

Figura 41. Eucalyptus sp. Foto: M. G. B. Zoghbi.


Figura 42. Heliotropium indicum. Foto: A. E. S. Rocha. 

Figura 43. Zingiber officinale. Foto: A. E. S. Rocha.


Figura 44. Mentha spicata. Foto: M. G. B. Zoghbi. 

Figura 45. Plectranthus amboinicus. Foto: M. G. B. Zoghbi.

Figura 46. Mentha pulegium. Foto: M. G. B. Zoghbi. 



Figura 47. Ayapana triplinervis. Foto: M. G. B. Zoghbi. 

Figura 48. Jasminum officinale. Foto: M. B. Zoghbi.


Foto 49a. Fruto de Hymenaea courbaril. Foto: A. E. S. Rocha. 

Figura 49b. Hymenaea courbaril. Foto: M. G. B. Zoghbi.


Figura 50. Piper marginatum. Foto: E. H. A. Andrade. 

Figura 51. Artemisia vulgaris. Foto: M. G. B. Zoghbi.


Figura 52. Aniba parviflora. Foto: M. G. B. Zoghbi. 

Figura 53. Pluchea sagittalis. Foto: E. H. A. Andrade.


Figura 54. Pelargonium graveolens. Foto: A. E. S. Rocha. 

Figura 55. Curcuma longa. Foto: M. G. B. Zoghbi.

Figura 56. Lippia thymoides. Foto: M. G. B. Zoghbi. 



57. Mastruz 

Dysphania ambrosioides (L.) Mosyakin & Clemants (Amaranthaceae) – Figura 57 

Erva ereta, de até 1 m de altura. Folhas 1,7-7 cm de comprimento, lanceoladas a ovadas, margem 

denteada. Inflorescência densa, amplamente ramificada. Flores esverdeadas. Fruto envolvido 

pelo cálice; semente 0,7-0,9 mm, lisa, brilhante, negra. 

Espécie muito variável, utilizada nas Américas como planta medicinal desde os Maias e Astecas 

(PISO, 1948). A Organização Mundial da Saúde considera esta espécie como a mais utilizada 

entre os remédios tradicionais no mundo inteiro (LORENZI; MATOS, 2002). 

MATERIAL TESTEMUNHO: Carreira et al. 2718 (MG: 184.805). 

Dysphania ambrosioides é originária da América tropical, possui distribuição cosmopolita, 

comum em áreas antropizadas (LORENZI; MATOS, 2002). 

58. Mucura-caá 

Petiveria alliacea L. (Phytolacaceae) – Figura 58 

Erva de até 1,5 m de altura. Folhas 12 cm de comprimento, 4 cm de largura, simples, elípticas a 

obovadas, ápice agudo, base obtusa. Inflorescência em racemo, 10-25 cm de comprimento, 

flores brancas com filamentos rosados. Fruto adpresso ao eixo da inflorescência, com 4 apículos 

reflexos no ápice. 

No Brasil Colônia, atribuía-se a esta planta um alto poder de intoxicação, levando a pessoa que 

a ingeria à afasia ou à morte. Cientificamente P. alliacea apresenta toxicidade moderada (MAIA 

et al., 2007). 

MATERIAL TESTEMUNHO: Nascimento BPM 209 (MG: 182.860). 

Petiveria alliacea, a única espécie do gênero, é originária da África e América, onde ocorre 

desde o EUA até a Argentina e Antilhas (W 3 TROPICOS, 2012). 

59. Oriza 

Pogostemon heyneanus Benth. (Lamiaceae) – Figura 59 

Erva de cerca de 1 m de altura. Folha 5-10 cm de comprimento, 4-5 cm de largura, simples, 

oposta cruzada, ovada, pecíolo margem denteada. Inflorescência em espigas terminal e axilar. 

Brácteas ovaladas ou lanceoladas, verdes. Flores com cálice campanulado tubular, ligeiramente 

bilabiado; 5 lobos; sépalas verdes e pétalas brancas.


MATERIAL TESTEMUNHO: Zoghbi & Andrade CPA 041 (MG: 167.622) 

Pogostemon heyneanus, originária da Indo-Malásia, é conhecida no mercado do Ver-o-Peso 

como oriza. É abundante em Sumatra e Java, onde é bastante cultivada e conhecida como 

“patchouli” (HEMBROM et al., 2006). 

60. Pataqueira 

Conobea scoparioides (Cham. & Schltdl.) Benth. (Plantaginaceae) – Figura 60 

Erva de 15-30 cm de altura. Folhas 2,5-10 x 0,5-2 cm, simples, opostas, lanceoladas, base 

atenuada, ápice acuminado, margem crenado-serrilhada. Inflorescência racemosa. Flores 2 por 

nó, brancas ou róseas, axilares, bractéolas 0,5-2,5 mm de comprimento, pedicelos alongados, 

1-1,7 cm de comprimento; cálice soldado, lobos 5, acuminados; corola tubular, lobos 5, 

arredondados. Cápsula 2-4 mm de comprimento. 

MATERIAL TESTEMUNHO: Oliveira CPA 031 (MG: 167.615). 

Conobea scoparioides ocorre em áreas alagáveis, desde o México até o Sul do Brasil (SOUZA; 

GIULIETTI, 2009). 

61. Patichuli 

Chrysopogon zizanioides (L.) Roberty (Poaceae) – Figura 61 

Erva em touceira, de cerca de 2 m de altura. Folhas 50-100 cm x 0,3-1,5 cm, basais, lineares. 

Inflorescência em panícula terminal com numerosos ramos. Espiguetas escabrosas, cor de palha. 

Chrysopogon zizanioides usada como forrageira e para controle de erosão do solo (SHOULIANG; 

PHILLIPS, 2006). 

MATERIAL TESTEMUNHO: Carreira et al. CPA 107 (MG: 168.787). 

Chrysopogon zizanioides é originária da Índia, introduzida no novo mundo, sendo cultivada 

para extração do óleo aromático de suas raízes (SHOULIANG; PHILLIPS, 2006). 

62. Pau-da-angola 

Piper alatipetiolatum Yunck. (Piperaceae) – Figura 62 

Arbusto de 1-3 m de altura. Ramos glabros. Folhas 10-20 x 6-10 cm, simples, alternas, pecíolo 

vaginado-sulcado, formando expansões aladas; base simétrica, cordada, ápice acuminado. 

Inflorescência 2-3 cm comprimento em espigas solitárias, axilares.


MATERIAL TESTEMUNHO: Andrade et al. 19 (MG: 181.788). 

Piper alatipetiolatum é endêmica do Brasil, ocorrendo na Mata Atlântica e Amazônia 

(GUIMARÃES et al., 2012). 

63. Pau-rosa 

Aniba rosaeodora Ducke (Lauraceae) – Figura 63 

Árvore de até 30 m de altura; casca pardo-amarelada, aromática. Folhas 25 cm de comprimento 

e 10 cm de largura, simples, coriáceas. Inflorescência 2,5 cm de comprimento, em panícula 

axilar e subterminal. Flores pequenas. Fruto do tipo baga, cúpula do fruto espessa, ferrugínea, 

25×19 cm, cor vinho-escuro quando maduro. 

MATERIAL TESTEMUNHO: Nascimento et al. CPA 191 (MG: 175.173). 

O pau-rosa, típico de floresta pluvial não inundável, ocorre em toda região amazônica, com 

frequência muito baixa. Devido ao longo período de exploração que a espécie sofreu nas últimas 

décadas tornou ameaçada de extinção (SANTOS et al., 2007). 

64. Pimenta-longa 

Piper aduncum L. (Piperaceae) – Figura 64 

Arbusto ou árvore pequena de até 6 m de altura. Folhas 15-20 x 4-7 cm, simples, alternas, 

assimétricas, elíptico-ovadas a elíptico-lanceoladas, ápice acuminado, base cordada. 

Inflorescências curvadas, branco-amareladas, flores sésseis, agrupadas na ráquis, pétalas 

e sépalas ausentes, 4 estames. Frutos ovoides, arredondados, verde a marrom quando 

maduro. 

MATERIAL TESTEMUNHO: Ferdinando PAD 022 (MG: 165.693). 

Piper aduncum ocorre na América Central, Antilhas e América do Sul. No Brasil, nos estados do 

Amazonas, Amapá, Pará, Mato Grosso, Ceará, Bahia, Minas Gerais, Espírito Santo, Rio de Janeiro, 

São Paulo e Paraná (GUIMARÃES; GIORDANO, 2004). 

65. Pluma 

Tanacetum vulgare L. (Asteraceae) – Figura 65 

Erva de 60-100 cm de altura. Folhas 1-25 x 5-10 cm, compostas, alternas, 10-15 folíolos, margem 

profundamente denteada. Inflorescência em umbela de capítulos. Flores amarelo-dourado.


Tanacetum vulgare raramente floresce na Amazônia. No Ver-o-Peso, da planta exposta em 

vaso são vendidas as folhas separadamente. 

MATERIAL TESTEMUNHO: Rocha 1528 (material estéril). 

Tanacetum vulgare ocorre na Europa; Canadá, Estados Unidos, México, Mesoamérica, Colômbia, 

Venezuela, Equador, Peru, Bolívia, Brasil, Chile, Argentina, Ásia, África e Austrália (W 3 TROPICOS, 

2012). 

66. Priprioca 

Cyperus articulatus L. (Cyperaceae) – Figura 66 

Erva de 30-250 cm, rizomatosa, com tubérculos avermelhados, caule cilíndrico a triangular, 

altura, geralmente septado quando seco. Folhas sem lâmina. Inflorescência 1-10 cm de 

comprimento, com 2-3 brácteas eretas, a inferior sendo continuidade do escapo; raios primários 

2-4, secundários ausentes, espigas ovoides. 

Duas variedades de C. articulatus são comercializadas no Ver-o-Peso: var. articulatus apresenta 

caule cilíndrico e brácteas até 5 cm de comprimento; var. nodosus apresenta caule triangular e 

brácteas até 10 cm de comprimento. 

MATERIAL TESTEMUNHO: Oliveira CPA 058 (MG: 167.637). 

Cyperus articulatus ocorre nas Américas tropical e subtropical (ADAMS, 1994). 

67. Pripriocão 

Cyperus prolixus Kunth (Cyperaceae) – Figura 67 

Erva de até 3 m de altura, rizomatosa; caule triangular, 3-10 folhas. Lâminas até 120 cm 

comprimento. Inflorescência 20-35 cm comprimento, 6-10 brácteas ascendentes, 7-10 raios 

primários, 10-20 cm de comprimento; raios secundários até 6 cm de comprimento, espigas 

ovoides a subumbeladas. 

Cyperus prolixus assemelha-se a C. articulatus; diferencia-se por apresentar lâmina foliar e 

raios secundários. 

MATERIAL TESTEMUNHO: Oliveira et al. CPA 055 (MG: 167.634). 

Cyperus prolixus ocorre desde o sul dos Estados Unidos até a Argentina e Costa do Marfim 

(ADAMS, 1994).


Figura 57. Dysphania ambrosioides. Foto: M. G. B. Zoghbi. 

Figura 58. Petiveria alliacea. Foto: M. G. B. Zoghbi.


Figura 59. Pogostemon heyneanus. Foto: M. G. Zoghbi. 

Figura 60. Conobea scoparioides. Foto: A. L. F. A. Lins.


Figura 61. Chrysopogon zizanioides. Foto: M. G. B. Zoghbi.


Figura 62. Piper alatipetiolatum. Foto: E. H. A. Andrade. 

Figura 63. Aniba rosaeodora. Foto: J. Simões.


Figura 64. Piper aduncum. Foto: M. G. B. Zoghbi. 

Figura 65. Tanacetum vulgare. Foto: M. G. B. Zoghbi.


Figura 66. Cyperus articulatus. Foto: M. G. B. Zoghbi. 

Figura 67. Cyperus prolixus. Foto: M. G. B. Zoghbi.


68. Priprioquinha 

Cyperus rotundus L. (Cyperaceae) – Figura 68 

Erva de 40-60 cm de altura, rizomatosa; caule triangular, 2-4 folhas até 30 cm de comprimento. 

Inflorescência com 2-5 brácteas, horizontais a ascendentes, 3-7 raios primários eretos, até 

10 cm de comprimento e raio secundário ausente; espigas elípticas. 

Cyperus rotundus é uma das espécies vegetais com maior amplitude de distribuição no mundo 

(KISSMANN, 1993). No estado do Pará ocorre preferencialmente como ruderal em centros 

urbanos. 

MATERIAL TESTEMUNHO: Carreira et al. CPA 104 (MG: 168.784). 

Cyperus rotundus provavelmente é de origem indiana, ocorre em toda a extensão territorial 

brasileira. É uma das espécies vegetais com maior amplitude de distribuição no mundo 

(KISSMANN, 1993). 

69. Sacaca 

Croton cajucara Benth. (Euphorbiaceae) – Figura 69 

Árvore de até 12 m de altura. Folhas 5-12 cm de comprimento, simples, alternas, elípticas. 

Inflorescência 9 cm de comprimento, em racemos, 7 flores femininas na base e 12 flores 

masculinas na porção média e terminal; cremes, cerca de 3mm de comprimento. Fruto 7-9 mm 

diâmetro, piloso. 

MATERIAL TESTEMUNHO: Nascimento s.n. (MG: 168753). 

Croton cajucara é amplamente distribuída na Amazônia (AP, PA, MA, AM e RO), sendo 

diferenciada entre as espécies do gênero pela forma da flor pistilada (piriforme) e flor estaminada 

(pétalas espatuladas) (SECCO, 2008). 

70. Salva-do-marajó 

Hyptis crenata Pohl ex Benth. (Lamiaceae) – Figura 70 

Erva de cerca de 40 cm de altura, pilosa. Folhas 2,5 cm de comprimento, denteadas, ovadooblongas, 

base dilatada, densamente pilosa. Inflorescência em capítulo globoso, rodeado por 

um invólucro de brácteas. Flores lilases. Fruto com tubo reto ou ligeiramente curvado 

MATERIAL TESTEMUNHO: Carreira et al. 2325 (MG: 164.401). 

Hyptis crenata ocorre na Bolívia e Brasil, nos estados do Pará, Amapá, Amazonas, Rondônia, 

Mato Grosso, Mato Grosso do Sul, Tocantins, Piauí, Bahia e Minas Gerais (HARLEY, 2012).


71. São-joão-caá 

Unxia camphorata L.f. (Asteraceae) – Figura 71 

Erva ou subarbusto de cerca de 40 cm de altura. Folhas 4-5 cm de comprimento, 1-2 cm de largura, 

simples, opostas, oval-lanceoladas, pilosas, sésseis. Inflorescência em capítulo. Brácteas verdes e 

flores amarelas, hermafroditas unissexuais e estéries, corola tubulosa. Fruto aquênio, uniovular. 

MATERIAL TESTEMUNHO: Ferdinando ARFL 221 (MG: 165.291). 

Unxia camphorata é encontrada do Panamá até as Guianas e Brasil (PIO CORRÊA, 1984), 

ocorrendo em áreas de savanas e áreas abertas antropizadas. 

72. Sombra-do-mundo 

Senna hirsuta (L.) H. S. Irwin & Barneby (Fabaceae) – Figura 72 

Erva de 0,5-2 m de altura, hirsuta ou pilosa com tricomas lustrosos. Folhas 10-30 cm 

comprimento, 3-5 pares de folíolos, ovados ou lanceolado-elípticos, 5-10 cm comprimento, 

estípulas linear-atenuadas, 3-12 mm comprimento. Inflorescência em tirsos com racemos eretos, 

de 2-8 flores; amarelas, zigomorfa. Fruto 15-30 x 0,25-0,45 cm, ascendente, arqueado, linear, 

comprimido-tetragonal quando maduro. 

Planta daninha infestando solos cultivados, frequente em áreas alteradas, ruderal em pastagem 

e terrenos baldios. 

Senna hirsuta se assemelha a S. occidentalis. Distingue-se por apresentar brácteas maiores 

(até 13 mm) e estípulas lineares, enquanto S. occidentalis apresenta brácteas menores (4 mm) 

e estípulas triangulares (IRWIN; BARNEBY, 1982). 

MATERIAL TESTEMUNHO: Zoghbi & Oliveira CPA 91 (MG: 167.661). 

Senna hirsuta está amplamente distribuída na América, dos Estados Unidos até a Argentina e 

Brasil (IRWIN; BARNEBY, 1982). 

73. Vassourinha 

Scolparia dulcis L. (Plantaginaceae) – Figura 73 

Erva ereta, de 30-100 cm de altura. Folhas 1,5-4 cm de comprimento, linear-oblanceoladas a 

obovadas, margem denteada. Flores solitárias ou em fascículos 2 ou 3; cálice 4-lobado, pétala 

branca, às vezes purpúrea na garganta. Cápsula 2,5-4 mm de comprimento, ovoide-globosa, 

4-sulcada.


MATERIAL TESTEMUNHO: Nascimento BPM 200 (MG: 182.859). 

Espécie pantropical, planta daninha amplamente distribuída em todo o Brasil (LORENZI, 2008). 

74. Vassourinha-de-botão 

Spermacoce verticillata L. (Rubiaceae) – Figura 74 

Erva a subarbusto de cerca de 1 m de altura; ramos tetragonais, glabros. Folhas 2-5 x 0,1- 

0,8 cm, verticiladas, lineares a elípticas; estípulas fimbriadas. Inflorescência terminais e 

axilares, subglobosas, multifloras. Flores brancas. Cápsulas elipsoides a oblongo-obovoides. 

Esta é a espécie mais frequente do gênero no Pará, sendo considerada, na região, invasora de 

cultivo. 

MATERIAL TESTEMUNHO: Carreira & Cardoso 1561 (MG: 165.504). 

Spermacoce verticillata ocorre nos Estados Unidos, México, Mesoamérica, Venezuela, Guianas, 

Bolívia, Brasil, Paraguai e África tropical (W 3 TROPICOS, 2012). 

75. Vick 

Mentha arvensis L. (Lamiaceae) – Figura 75 

Erva estolonífera, caule quadrangular. Folhas 4-6 cm de comprimento, 1,5-2 cm de largura, 

opostas, lanceoladas, longo-pecioladas, glabras, margem serrilhada. Flores pediceladas, 

agrupadas nas axilas das folhas. Na região amazônica foram coletadas amostras férteis. 


Mentha arvensis é originária do sul da China, sendo citada em todas as listas de ervas da 

antiguidade, inclusive na bíblia aparece como dízimo. Os árabes regavam as mesas para 

estimular o apetite (OKA; ROPERTO, 2007). 

76. Vindicá 

Alpinia zerumbet (Pers.) B. L. Burtt & R. M. Sm. (Zingiberaceae) –Figura 76 

Erva de até 3 m de altura. Folhas até 70 cm de comprimento, elípticas. Inflorescência em racemos 

pêndulos, 40 cm de comprimento, bractéolas ferrugíneas; flores em grupos de 3, brancas com 

ápice roxo e amarelo. Fruto uma cápsula globosa, cerca 2 cm de diâmetro. 

MATERIAL TESTEMUNHO: Junior s.n. (MG: 165.577).


Alpinia zerumbet é amplamente cultivada no Brasil. Além de vindicá, A. zerumbet recebe os 

seguintes nomes vernaculares: colônia, paco-seroca, cuite-açu e pacova (ALMEIDA, 1993). 

77. Vindicá-levante 

Alpinia purpurata (Vieill.) K. Schum. (Zingiberaceae) – Figura 77 

Erva de cerca de 2 m de altura. Folhas 20-50 cm de comprimento, 4-15 cm de largura, elípticas. 

Inflorescência cerca 20 cm de comprimento, em espiga ereta, 1-5 flores agrupadas ao longo do 

eixo, brácteas obovadas, 3-5 cm de comprimento, rosa a avermelhada, bractéolas tubulares, 

20-40 mm de comprimento; corola e labelo brancos, estaminódios laterais petaloides. Cápsula 

30 mm de diâmetro, subglobosa. 

MATERIAL TESTEMUNHO: Andrade ARFL 62 (MG: 104.868). 

Alpinia purpurata é originária da Indonésia e conhecida mundialmente no mercado de plantas 

ornamentais, amplamente distribuída no Brasil (SANGWANANGKUL; SARADHULDHAT; PAULI, 

2008). 

78. Vindicá-menino 

Renealmia monosperma Miq. (Zingiberaceae) – Figura 78 

Erva de cerca 1 m de altura. Folhas 20-30 cm de comprimento, 4-8 cm de largura, simples, 

alternas, dística, peciolada, oblongo-laceolada. Inflorescência nascendo em ramos diferenciados, 

basais, com folhas reduzidas. Flores vermelhas e labelo branco. Fruto vermelho. 

O gênero Renealmia se caracteriza pela corola mais comprida que o cálice e tricomas estrelados 

na lâmina foliar. 

MATERIAL TESTEMUNHO: Zoghbi et al. CPA 006 (MG: 167595). 

Renealmia monosperma é endêmica do norte da América do Sul. No Brasil ocorre nos estados 

do Amazonas, Pará e Roraima (MAAS; MAAS, 2012).


Figura 68. Cyperus rotundus. Foto: C. A. C. Favacho.


Figura 69. Croton cajucara. Foto: M. G. B. Zoghbi. 

Figura 70. Hyptis crenata. Foto: E. H. A. Andrade.


Figura 71. Unxia camphorata. Foto: M. G. B. Zoghbi. 

Figura 72. Senna hirsuta. Foto: M. G. B. Zoghbi.


Figura 73. Scoparia dulcis. Foto: A. E. S. Rocha. 

Figura 74. Spermacoce verticillata. Foto: A. E. S. Rocha.


Figura 75. Mentha arvensis. Foto: A. E. S. Rocha.

Figura 76. Alpinia zerumbet. Foto: M. G. B. Zoghbi. 



Figura 77. Alpinia purpurata. Foto: A. E. S. Rocha.


Figura 78. Renealmia monosperma. Foto: M. G. B. Zoghbi. 

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Aspectos morfopolínicos de plantas aromáticas 

Léa Maria Medeiros Carreira 

Anna Christina Rio Dias 

Flávia Cristina Araújo Lucas 

Braz José de Castro Filho 

INTRODUÇÃO 

Na região amazônica as plantas aromáticas estão representadas por diversas espécies e 

variedades e são amplamente comercializadas em feiras livres e mercados. Fórmulas para 

banhos, perfumes e essências simbolizam a cultura das comunidades locais ou de grupos étnicos, 

e refletem tradições populares e práticas relacionadas ao uso dessas plantas. 

Inaugurada em 1625 (IPHAN, 1997), a feira livre Ver-o-Peso é considerada a maior da América 

Latina. Localizada às margens do rio Guamá, Belém-PA, constitui-se num complexo comercial 

e turístico, que tem entre as mercadorias expostas inúmeras espécies de plantas aromáticas, 

empregadas para diversos fins, nas mais variadas formas de uso. A partir de um levantamento 

prévio realizado no Ver-o-Peso pela nossa equipe, foram contabilizadas cerca de 80 espécies, 

que encerram óleos essenciais e, por conseguinte, são consideradas aromáticas. 

Poucos são os artigos científicos que enfocam a morfologia polínica de plantas aromáticas na 

Amazônia, sobretudo no estado do Pará. Dentre estes, as publicações de Carreira (1976), Carreira 

e Secco (1984), Carreira e Barth (1987, 2003), Carreira et al. (1996, 2008, 2009) e Lucas (2007) 

tratam do estudo polínico de algumas dessas espécies. À exceção do estado do Pará, Salgado- 

Labouriau (1973) ao analisar a morfologia do pólen da flora que caracteriza os cerrados 

brasileiros, refere-se a várias espécies consideradas aromáticas. Roubik e Moreno (1991) 

descreveram sucintamente o pólen de diversas espécies de plantas aromáticas que compõem 

a flora da Ilha de Barro-Colorado, no Panamá. 

A correta identificação taxonômica e palinológica dos caracteres macromorfológicos e 

micromorfológicos é pré-requisito para estudos que validam a eficácia de produtos oriundos 

de matéria-prima vegetal (GALVÃO et al., 2009). O estudo morfopolínico auxilia na identificação 

dos táxons mais importantes para as populações investigadas, favorecendo a padronização 

dos nomes das espécies e contribuindo para a conservação da diversidade biológica (BOTSARIS; 

MACHADO, 1999). 

Este estudo teve como objetivo caracterizar a morfologia polínica de plantas aromáticas 

comercializadas na feira livre Ver-o-Peso, contribuindo para a identificação correta e


conhecimento destas na região amazônica. Inicialmente foram analisados os grãos de pólen 

de 24 espécies referentes a 23 gêneros e 16 famílias. 


Material botânico 

Foram utilizados botões florais adultos retirados dos herbários MG (Museu Paraense Emílio 

Goeldi, Belém-PA) e INPA (Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia, Manaus-AM), cujas 

referências de herbário e de palinoteca estão relacionadas no Quadro 1. 

Métodos 

As lâminas foram preparadas segundo o método de acetólise de Erdtman (1952). Para a 

obtenção das medidas, foi utilizado um microscópio ZEISS, no qual foi adaptada uma ocular 

com escala micrometrada. As medidas dos eixos polar e equatorial, e dos diâmetros, foram 

feitas em 25 grãos de pólen, utilizando-se a objetiva de 40x. Com estes parâmetros, foram 

calculados a média, variância, desvio padrão e coeficiente de variação. 

As medidas da espessura da exina e dos diâmetros dos lumens foram feitas em 10 grãos de 

pólen, usando-se a objetiva de 100x e calculada somente a média aritmética. 

Nas descrições polínicas considerou-se a sequência padronizada de Erdtman (1969) e a 

nomenclatura de Barth e Melhem (1988) e de Punt et al. (2007). 

Nas descrições e nas legendas das figuras foram usadas as abreviaturas: D - diâmetro do grão de 

pólen, DL - diâmetro do lúmen, E - eixo equatorial, EM - eixo equatorial maior, NPC - número, 

posição e caráter das aberturas, P - eixo polar, P/E - relação entre as medidas dos eixos polar e 

equatorial, s/n - sem número, VE - vista equatorial, VG - vista geral, VL - vista lateral, VP - vista polar. 

RESULTADOS 

1. Descrições da morfologia dos grãos de pólen 

AMARANTHACEAE 

Dysphania ambrosioides (L.) Mosyakin & Clemants (Figura 3a-b): pequenos, apolares, forma 

esferoidal pantoporados, de superfície psilada-baculada. D = 20,0 ± 0,5 (17,0-21,5) µm; 

NPC = 764. A exina mede ca. de 1,5 µm de espessura.


Quadro 1. Relação das espécies analisadas com suas respectivas referências de herbário e palinoteca. 

Família Espécie Coletor/nº de coleta Nome vulgar Herbário Palinoteca 

Amaranthaceae Dysphania ambrosioides (L.) R. Secco et al. 115 mastruz MG 85737 1848 

Mosyakin & Clemants 

Asteraceae Ayapana triplinervis (M. Vahl) F. Nascimento et al. s/n japana-branca MG 175140 1852 

R. M. King & H. Rob. 

Pectis elongata Kunth G. Zoghbi et al. s/n cominho MG 167597 1851 

Bignoniaceae Mansoa standleyi (Steyerm.) A. H. Gentry G. Zoghbi et al. s/n cipó-d’alho MG 188715 1853 

Burseraceae Protium heptaphyllum (Aubl.) Marchand L. Carreira 3210 breu-branco MG 203877 1855 

Cyperaceae Cyperus rotundus L. L. Carreira et al. 2380 piprioquinha MG 168784 1765 

Euphorbiaceae Croton cajucara Benth. P. Cavalcante 2333 sacaca MG 37482 1849 

Croton sacaquinha Croizat P. Cavalcante 1951 anjo-da-guarda MG 35192 1854 

Sagotia racemosa Baill. R. S. Secco et al. 783 arataciú MG 150570 1832 

Fabaceae Amburana acreana (Ducke) A. C. Smith H. F. Paulino Fº & M. G. Silva s/n cumaru-de-cheiro INPA 116276 0934 

Copaifera martii Hayne L. Carreira et al. 1079 copaíba MG 131417 1351 

Lamiaceae Hyptis crenata Pohl ex Benth. L. Carreira et al. 2544 salva-do-marajó MG 174699 1775 

Ocimum × citriodorum Vis. L. Carreira 3268 manjericão MG 204481 1831 

Plectranthus barbatus Andrews L. Carreira 3270 anador MG 204909 1850 

Vitex agnus-castus L. P. Cavalcante 2917 alecrim-d’angola MG 45452 1844 

Meliaceae Cedrela odorata L. G. T. Prance et al. 24193 cedro MG 52550 157 

Myrtaceae Eucalyptus globulus Labill. F. Nascimento s/n eucalipto MG 175187 1833 

Phytolaccaceae Petiveria alliacea L. F. Nascimento s/n mucuraca-á MG 104901 1834 

Piperaceae Peperomia pellucida (L.) Kunth L. Carreira et al. 2380 erva-de-jabuti MG 165528 1835 

Piper callosum Ruiz & Pav. T. Plowman et al. 8495 elixir-paregórico MG 79699 1836 

Plantaginaceae Conobea scoparioides A. Lins & D. Cunha 906 pataqueira MG 204704 1847 

(Cham. & Schltdl.) Benth. 

Poaceae Chrysopogon zizanioides (L.) Roberty G. Zoghbi & O. Nascimento s/n patchuli MG 182833 1839 

Siparunaceae Siparuna guianensis Aubl. F. Nascimento & E. Andrade s/n capitiú MG 104830 1841 

Verbenaceae Lippia alba (Mill.) N.E.Br. L. Carreira 3269 erva-cidreira MG 204499 1842


ASTERACEAE 

Ayapana triplinervis (M. Vahl) R. M. King & H. Rob. (Figura 1i-l): pequenos, isopolares, de simetria 

radial, forma oblata esferoidal, âmbito subtriangular, 3-colporados, de superfície espinhosa. 

P = 22,5 ± 0,6 (20,5-25,0) µm; E = 22,5 ± 0,6 (20,5-25,0) µm; P/E = 1,00; NPC = 345. A sexina 

com espinhos é columelada e mede ca. de 3,0 µm de espessura. 

Pectis elongata Kunth (Figura 2g-j): médios, isopolares, de simetria radial, forma oblata esferoidal, 

âmbito circular, 3-colporados, de superfície espinhosa. P = 37,0 ± 0,7 (34,0-39,5) µm; E = 38,5 ± 

0,6 (36,5-41,5) µm; P/E = 0,96; NPC = 345. A sexina com espinhos é columelada e mede ca. de 

4,5 µm de espessura. 

BIGNONIACEAE 

Mansoa standleyi (Steyerm.) A. H. Gentry (Figura 8a-b): médios, apolares, forma esferoidal, 

âmbito circular 6 (-7) (-8)-colpados, pantocolpados, sincolpados, de superfície reticulada. Os 

colpos são curtos, anastomosados, formando fendas contínuas. D = 45,5 ± 1,0 (38,5-1,5) µm; 

NPC = 663 (763) (863); DL = 2,50 µm. A sexina (2,5 µm) é mais espessa que a nexina (1,0 µm) 

ao nível dos mesocolpos. O teto é ondulado e os lumens são irregulares. Os muros são simples 

columelados, curvilíneos, às vezes descontínuos. 

BURSERACEAE 

Protium heptaphyllum (Aubl.) Marchand (Figura 1g-h): pequenos, isopolares, de simetria radial, 

forma prolata, âmbito triangular, 3-colporados, de superfície psilada. Os colpos são estreitos. A 

endoabertura é lalongada, muito bem delimitada devido a um forte espessamento da nexina. 

P = 17,5 ± 0,7 (15,5-20,5) µm; E = 13,0 ± 0,6 (11,0-15,0) µm; P/E = 1,34: NPC = 345. A sexina 

(1,1 µm) é um pouco mais espessa que a nexina (0,9 µm). 

CYPERACEAE 

Cyperus rotundus L. (Figura 4a-b): médios, heteropolares, com polo distal arredondado e polo 

proximal cônico, de simetria bilateral, 1-porados, 5 (-6)-poroidados, de superfície escabrada. 

As aberturas poróides são distintas nos grãos de pólen em VL, destacando-se o poro 

propriamente dito no polo distal. P = 42,0 ± (37,0 - 45,5) µm; EM = 36,0 ± (31,5 - 39,5) µm. A 

sexina (0,9 µm) é da mesma espessura que a nexina (0,9 µm).


EUPHORBIACEAE 

Croton cajucara Benth. (Figura 8c-d): grandes, apolares, forma esferoidal, atremados, de 

superfície clavada (padrão croton). D = 98,0 ± 1,9 (82,0-112,0) µm; NPC = 000. A exina mede 

ca. de 3,0 µm de espessura. 

Croton sacaquinha Croizat (Figura 8e-f): muito grandes, apolares, forma esferoidal, atremados, 

de superfície clavada (padrão croton). D = 123,0 ± 1,6 (115,0-137,0) µm; NPC = 000. A exina 

mede ca. de 3,5 µm de espessura. 

Obs: Os grãos de pólen apresentam-se frágeis e deformam-se quando submetidos à acetólise. 

Sagotia racemosa Baill. (Figura 5e-f): médios, apolares, assimétricos, forma esferoidal, 

atremados, de superfície reticulada. Os lumens são grandes, os muros estreitos e as columelas 

são salientes sobre os vértices dos lumens do retículo. D = 40,0 ± 0,4 (39,0-42,0) µm; 

NPC = 000; DL = 4,0 µm. A sexina (1,5 µm) é mais espessa que a nexina (0,9 µm). 

FABACEAE 

Amburana acreana (Ducke) A. C. Smith (Figura 2c-f): pequenos, isopolares, de simetria radial, 

âmbito triangular a circular, forma subprolata, 3-colporados, de superfície microrreticulada. 

P = 22,0 ± 0,4 (20,0-23,5) µm; E = 17,5 ± 0,3 (16,0-20,0); P/E = 1,25; NPC = 345; DL = 0,87 µm. 

A sexina (1,3 µm) é mais espessa que a nexina (1,0 µm). 

Copaifera martii Hayne (Figura 4e-f): médios, isopolares, de simetria radial, âmbito triangular, 

forma suboblata, 3-colporados, de superfície psilada. P = 25,0 ± 0,4 (22,0-26,0) µm; E = 30,0 ± 

0,4 (25,0-35,0) µm; P/E = 0,83; NPC = 345. A sexina (0,8 µm) é quase da mesma espessura que a 

nexina (0,6 µm). 

LAMIACEAE 

Hyptis crenata Pohl ex Benth. (Figura 5 g-j): médios, isopolares, de simetria radial, âmbito elíptico, 

forma prolata esferoidal, 6-colpados, de superfície estriada-reticulada. P = 36,0 ± 1,2 (33,0- 

8,0) µm; E = 33,5 ± 1,2 (31,5-35,5) µm; P/E = 1,07; NPC = 643. A sexina (1,9 µm) é bem mais 

espessa que a nexina (0,9 µm), sobretudo ao nível dos mesocolpos. 

Ocimum × citriodorum Vis. (Figura 8g-h): grandes, isopolares , de simetria radial, âmbito circular, 

6-colpados, de superfície largamente reticulada. Os colpos são estreitos e longos. D = 57,0 ± 

1,1 (52,0-63,0) µm; NPC = 643; DL = 3,5 µm. A sexina tectada-columelada (2,5 µm) é mais


espessa que a nexina (1,1 µm). Os lumens são grandes, irregulares e os muros são duplibaculados, 

curvilíneos. 

Plectranthus barbatus Andrews (Figura 3c-h): médios, isopolares, de simetria radial, âmbito 

circular, formas prolata esferoidal e subprolata, 6-colpados, de superfície microrreticulada no 

apocolpo e punctada nos mesocolpos. P = 28,0 ± 0,7 (27,0-32,0) µm; E = 27,0 ± 0,6 (25,0-30,0) 

µm; P/E = 1,04 e P = 31,0 ± 0,9 (29,0-34,0) µm; E = 25,0 ± 1,8 (23,0-30,0) µm; P/E = 1,24; DL = 

0,88 µm; NPC = 643. A sexina (2,0 µm) é mais espessa que a nexina (1,2 µm) nos mesocolpos. 

Vitex agnus-castus L. (Figura 5a-d): pequenos isopolares, de simetria radial, âmbito subcircular, 

forma prolata esferoidal, 3-colporados, superfície microrreticulada. P = 18,0 ± 0,5 (16,5- 

20,0) µm; E = 16,5 ± 0,4 (15,0-19,5) µm; P/E = 1,09; NPC = 345; DL = 0,80 µm. A sexina (1,2 µm) 

é mais espessa que a nexina (0,8 µm). 

MELIACEAE 

Cedrela odorata L. (Figura 4c-d): médios, isopolares, de simetria radial, forma prolata 

esferoidal, âmbito quadrangular com os vértices invaginados, 4-colporados, de superfície 

psilada. Os colpos são estreitos e longos. A endoabertura varia de circular a lalongada. P = 

37,0 ± 0,9 (32,0-42,0) µm. E = 35,0 ± 0,8 (30,0-40,0) µm; P/E = 1,05; NPC = 445. A sexina 

(1,3 µm) apresenta o teto psilado e é mais espessa que a nexina (1,1 µm) à medida que se 

aproxima dos colpos e da endoabertura. 

MYRTACEAE 

Eucalyptus globulus Labill. (Figura 4 g-h): médios, isopolares, de simetria radial, forma suboblata, 

âmbito triangular, 3-colporados, parassincolpados, de superfície psilada. Os colpos são curtos 

e invaginados. P = 25,0 ± 0,9 (22,0-27,5) µm; E = 31,5 ± 0,6 (29,5-34,0) µm; P/E = 0,79; NPC = 

345. A sexina (1,2 µm) é mais espessa que a nexina (0,9 µm). 

PHYTOLACCACEAE 

Petiveria alliacea L. (Figura 7a-f): médios, heteropolares, assimétricos, âmbito circular, forma 

esferoidal, 12 (-15) (-24)-porados, de superfície microrreticulada. Os diâmetros são muito 

variáveis como: D = 30,5 ± 1,1 (25,5-34,5) µm; D = 34,0 ± 0,7 (31,5-36,5) µm; D = 39,5 ± 1,0 

(34,0-42,5) µm; NPC = 754; DL = 0,81 µm. A sexina (1,5 µm) é columelada e mais espessa que 

a nexina (1,1 µm). Os muros do microrretículo são simplesbaculados e descontínuos.


PIPERACEAE 

Peperomia pellucida (L.) Kunth (Figura 1c-d): pequenos, apolares, assimétricos, âmbito circular, 

forma esferoidal, atremados, de superfície verrucosa, D = 14,5 ± 0,2 (13,0-15,5) µm; NPC = 000. 

A sexina (0,9 µm) é mais espessa que a nexina (0,4 µm). 

Piper callosum Ruiz & Pav. (Figura 1a-b): pequenos, heteropolares, de simetria bilateral, forma 

elíptica, 1-colpados, de superfície granulada. EM = 10,0 ± 0,4 (8,0-11,5) µm; NPC = 143. 

A sexina (0,8 µm) é da mesma espessura que a nexina (0,8 µm). 

PLANTAGINACEAE 

Conobea scoparioides (Cham. & Schltdl.) Benth. (Figura 2a-b): pequenos, isopolares, de simetria 

radial, âmbito subcircular, forma suboblata, 3-colporados, de superfície punctada. P = 11,0 ± 

0,4 (9,5-12,5) µm; E = 13,0 ± 0,5 (17,0-19,0) µm; P/E = 0,84; NPC = 345. A sexina (0,8 µm) é 

mais espessa que a nexina (0,5 µm). 

POACEAE 

Chrysopogon zizanioides (L.) Roberty (Figura 6a-b): médios, heteropolares, âmbito circular, 

forma esferoidal, 1-porados, de superfície psilada. D = 27,0 ± 0,5 (25,5-29,0) µm; NPC = 134. A 

sexina (1,1 µm) é mais espessa que a nexina (0,8 µm). 

SIPARUNACEAE 

Siparuna guianensis Aubl. (Figura 1e-f): pequenos, apolares, âmbito circular, atremados, de 

superfície reticulada-columelada. D = 17,0 ± 0,6 (15,0-20,0) µm; NPC = 000. A sexina (0,7 µm) 

é um pouco mais espessa que nexina (0,6 µm). 

VERBENACEAE 

Lippia alba (Mill.) N. E. Br. (Figura 6 c-f): médios, isopolares, de simetria radial, âmbito triangular, 

forma subprolata, 3-colporados, de superfície psilada. A endoabertura é lalongada. P = 35,0 ± 

0,7 (33,0-37,0) µm; E = 28,5 ± 0,9 (25,0-31,5) µm; P/E = 1,23; NPC = 345. A sexina (1,0 µm) é 

mais espessa que a nexina (0,7 µm).


a 

b 

c 

d 

e 

f 

g 

h 

i 

j 

k 

l 

20µm 

Figura 1a-l. Piper callosum: a) VG, corte ótico; b) Idem, ornamentação da exina. Peperomia pellucida: c) VG, corte 

ótico; d) Idem, ornamentação da exina. Siparuna guianensis: e) VG, corte ótico; f) Idem, ornamentação da exina. 

Protium heptaphyllum: g) VP, corte ótico; h) VE,corte ótico. Ayapana triplinervis: i) VP, corte ótico; j) Idem, 

ornamentação da exina; k) VE, corte ótico; l) Idem, ornamentação da exina.


a 

b 

c 

d 

e 

f 

g 

h 

i 

j 

20µm 

Figura 2a-j. Conobea scoparioides: a) VP, corte ótico; b) VE, corte ótico. Amburana acreana: c) VP, corte ótico; 

d) Idem, ornamentação da exina; e) VE, corte ótico; f) Idem, ornamentação da exina. Pectis elongata: g) VP, corte 

ótico; h) Idem, ornamentação da exina; i) VE, corte ótico; j) Idem, ornamentação da exina.


a 

b 

c 

d 

e 

f 

g 

h 

20µm 

Figura 3a-h. Dysphania ambrosioides:a) VG, corte ótico; b) Idem, ornamentação da exina. Plectranthus barbatus: 

c) VP, corte ótico; d) Idem, ornamentação da exina; e) VE, corte ótico, forma prolata esferoidal; f) Idem, 

ornamentação da exina; g) VE, corte ótico, forma subprolata; h) Idem, ornamentação da exina.


a 

b 

c 

d 

e 

f 

g 

h 

20µm 

Figura 4a-h. Cyperus rotundus: a) VL, corte ótico; b) Idem, ornamentação da exina. Cedrela odorata: c) VP, corte 

ótico; d) Idem, aspectos dos colpos. Copaifera martii: e) VP, corte ótico; f) VE, corte ótico. Eucalyptus globulus: 

g) VP, corte ótico; h) Idem, aspecto do sincolpo.


a 

b 

c 

d 

e 

f 

g 

h 

i 

j 

20µm 

Figura 5a-j. Vitex agnus-castus: a) VP, corte ótico; b) Idem, ornamentação da exina; c) VE, corte ótico; d) Idem, 

ornamentação da exina. Sagotia racemosa: e) VG, corte ótico; f) Idem, ornamentação da exina. Hyptis crenata: 

g) VP, corte ótico; h) Idem, ornamentação da exina; i) VE corte ótico; j) Idem, ornamentação da exina.


a 

b 

c 

d 

e 

f 

20µm 

Figura 6a-f. Chrysopogon zizanioides: a) VG, corte ótico; b) Idem, aspecto do poro. Lippia alba: c) VP, corte ótico; 

d) Idem, aspectos dos colpos; e) VE, corte ótico; f) Idem, aspecto da endoabertura.


a 

b 

c 

d 

e 

f 

20µm 

Figura 7a-f. Petiveria alliacea: a) VG, pólen 12-porados corte ótico; b) Idem, ornamentação da exina e dos 

aspectos dos poros; c) VG, pólen 15-porados corte ótico; d) Idem, ornamentação da exina e dos aspectos dos 

poros; e) VG, pólen 24-porados corte ótico; f) Idem, ornamentação da exina e dos aspectos dos poros.


a 

b 

c 

d 

e 

f 

g 

h 

50µm 

Figura 8a-h. Mansoa standleyi: a) VP, corte ótico; b) Idem, ornamentação da exina. Croton cajucara: c) VG, corte 

ótico; d) Idem, ornamentação exina. Croton sacaquinha: e) VG, corte ótico; f) Idem, ornamentação exina. Ocimum 

x citriodorum: g) VP, corte ótico; h) Idem, ornamentação da exina.


2. Chave polínica 

1. Grãos de pólen atremados. 

Croton cajucara (Euphorbiaceae) 

Croton sacaquinha (Euphorbiaceae) 

Sagotia racemosa (Euphorbiaceae) 

Siparuna guianensis (Siparunaceae) 

Peperomia pellucida (Piperaceae) 

2. Grãos de pólen 1-colpados. 

Piper callosum (Piperaceae) 

3. Grãos de pólen 1-porados. 

Chrysopogon zizanioides (Poaceae) 

4. Grãos de pólen 1-porados, 5 (-6)-poroidados. 

Cyperus rotundus (Cyperaceae) 

5. Grãos de pólen 3-colporados. 

Amburana acreana (Fabaceae) 

Ayapana triplinervis (Asteraceae) 

Copaifera martii (Fabaceae) 

Conobea scoparioides (Plantaginaceae) 

Eucalyptus globulus (Myrtaceae) 

Lippia alba (Verbenaceae) 

Pectis elongata (Asteraceae) 

Protium heptaphyllum (Burseraceae) 

Vitex agnus-castus (Lamiaceae) 

6. Grãos de pólen 4-colporados. 

Cedrela odorata (Meliaceae) 

7. Grãos de pólen 6-colpados. 

Hyptis crenata (Lamiaceae) 

Ocimum x citriodorum (Lamiaceae) 

Plectranthus barbatus (Lamiaceae) 

8. Grãos de pólen 6 (-7) (-8)-colpados. 

Mansoa standleyi (Bignoniaceae) 

9. Grãos de pólen 12 (-15) (-24)-porados. 

Petiveria alliacea (Phytolaccaceae) 

10. Grãos de pólen pantoporados. 

Dysphania ambrosioides (Amaranthaceae)


CONCLUSÃO 

De acordo com os resultados obtidos neste trabalho, conclui-se que a morfologia polínica das 

espécies estudadas mostrou-se bastante diversificada, o que é justificado por pertencerem a 

diferentes gêneros e famílias. 

Quanto à ornamentação da exina foi observado que esta variou de psilada, punctada, escabrada, 

microrreticulada, reticulada, largamente reticulada, estriada, clavada (padrão croton), verrucosa, 

granulada a espinhosa. 

Considerando o caractere número de aberturas foi verificado nitidamente o grau de 

heterogeneidade polínico existente entre as espécies. Este variou de atremados, 1-colpados, 1- 

porados, 1-porados 5 (-6)-poroidados, 3-colporados, 4-colporados, 6 (-7) (-8)-colpados, 12 

(-15) (-24)-porados a pantoporados. Dentre estes, predominou o caractere 3-colporados, 

compreendendo as espécies Amburana acreana, Ayapana triplinervis, Copaifera martii, 

Conobea scoparioides, Eucalyptus globulus, Lippia alba, Pectis elongata, Protium heptaphyllum 

e Vitex agnus-castus. 

Vale ressaltar a ocorrência marcante de dimorfísmo polínico nas espécies Cyperus rotundus 

(Cyperaceae), Mansoa standleyi (Bignoniaceae) e Petiveria alliacea (Phytolaccaceae), cujos grãos 

de pólen apresentaram-se 5 (-6)-poroidados, 6 (-7) (-8)-colpados e 12 (-15) (-24)-porados, 

respectivamente. Este fenômeno ocorreu também quanto à VP dos grãos de pólen de 

Plectranthus barbatus (Lamiaceae), a qual apresentou formas prolata esferoidal e subprolata. 

Segundo Erdtman (1969), esta alteração em relação ao número de abertura e à forma na mesma 

espécie é resultante de hibridização. 

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Estruturas secretoras nos morfotipos de Ayapana triplinervis 

(Vahl) R. M. King & H. Rob. (Asteraceae) 

Maria Isabel de Sena Nery 





Joana Patrícia Pantoja Serrão Filgueira 

INTRODUÇÃO 

Muitas substâncias químicas naturais utilizadas pelo homem são produzidas pelo tecido secretor 

de plantas vasculares, o qual consiste em células individuais ou agrupadas que diferem quanto 

à estrutura, localização no órgão e natureza do material secretado (FAHN, 1988). 

Uma das famílias que possui grande utilização pelo homem é Asteraceae Bercht. & J. Presl., que 

apresenta na sua composição química uma evidência de alto grau de evolução, haja vista que 

em geral as espécies deste táxon contêm substâncias resultantes do metabolismo secundário, 

eliminadas através de tipos particulares de estruturas secretoras (METCALFE; CHALK, 1950; 

CRONQUIST, 1981; DI STASI et al., 2002), como idioblastos, ductos, cavidades, hidatódios, 

laticíferos, coléteres, nectários e diversos tipos de tricomas glandulares (RAGONESE, 1988; 

MEIRA, 1991; CLARO, 1994; CASTRO; LEITÃO-FILHO; MONTEIRO, 1997; APEZZATO-DA-GLÓRIA 

et al., 2008; CURY; APEZZATO-DA-GLÓRIA, 2009). 

Ayapana triplinervis (Vahl) R. M. King e H. Rob. é uma erva de Asteraceae com grande importância 

medicinal e aromática, a qual é caracterizada pelo caule ereto, folhas inteiras, ovadas ou ovadolanceoladas, 

opostas, acuminadas, triplinervadas, ápice agudo, capítulos brancacentos com 6 a 

12 mm de diâmetro e 20 a 30 flores (CORRÊA, 1984; ALBUQUERQUE, 1989; BERG, 2010). 

Segundo Nery et al. (2014), A. triplinervis apresenta dois morfotipos que diferem pela cor do 

caule e da nervura das folhas; base das folhas; distância dos entrenós (cerca de 2 cm maior no 

tipo roxa); ramificação e presença de brotos foliares que ocorrem em maior quantidade no tipo 

branca, o que reflete na densidade foliar. É nativa da Amazônia, porém não endêmica do Brasil. 

Na região Norte ocorre nos estados do Amapá, Pará e Amazonas (HATTORI, 2013). 

Com relação ao perfil químico de A. triplinervis, este é composto por terpenos e derivados 

aromáticos (MAIA et al., 1999; MAIA; ZOGHBI; ANDRADE, 2000; BIALECKI; MARODON, 2009),


além de alcaloides, esterois, taninos, flavonoides e heterosídeos (FACKNATH; LALLJE, 2008). 

Contudo, Maia, Zoghbi e Andrade (2000), ao analisarem a composição química do óleo essencial 

extraído do caule e das folhas de A. triplinervis, observaram que a mesma apresenta divergência 

química, designando-a por “A” (japana-branca) e “B” (japana-roxa). Seu princípio ativo deve-se 

ao ácido salicílico, inulina, euparina, rinderina, eupatorina, suprinina, equinatina, felandreno e 

borneol (ALBUQUERQUE, 1989; VIEIRA, 1992). 

Outrossim, pesquisas realizadas com o óleo essencial e extrato de suas folhas comprovaram 

sua atividade antimicrobiana (JELAGER; GURIB-FAKIN; ADSERSEN, 1998; RAI; ACHARYA, 2000; 

GUPTA et al., 2002; RAI; SONI; ACHARYA, 2002; RAHMAN; JUNAID, 2008), função antioxidante 

e hepatoprotetora (BOSE et al., 2007) e atividade anticoagulante (RAJASEKARAN; KALAIVANI; 

ARIHARASIVAKUMAR, 2010), porém, os sítios de secreção e/ou armazenamento das substâncias 

químicas presentes nos morfotipos de A. triplinervis ainda são desconhecidos. 

Diante do exposto, o objetivo deste trabalho foi identificar e caracterizar as estruturas secretoras 

no caule e folhas dos morfotipos “branca” e “roxa” de A. triplinervis. 


Amostras de caules e folhas totalmente expandidas (terceiro ao sexto nó) de A. triplinervis 

foram coletadas de espécimes cultivados no Horto de Plantas Medicinais da Embrapa Amazônia 

Oriental (CPATU) e da Universidade Federal Rural da Amazônia (UFRA), ambos localizados no 

município de Belém, Pará (Figura 1a-c). Foram selecionados quatro espécimes de cada tipo 

(branca e roxa). O material testemunho foi depositado no Herbário João Murça Pires, com 

número de registro MG 197.930. 

Para o estudo anatômico, o material foi fixado em FAA (formaldeído, ácido acético glacial, 

álcool etílico 50%, 70%, 1:1:18 v/v) por 24 horas (JOHANSEN, 1940). 

A epiderme foi dissociada em ácido nítrico 10% (JOHANSEN, 1940) e os fragmentos obtidos 

foram corados com azul de astra e safranina 1% (GERLACH, 1969). Segmentos do caule e de 

folhas foram seccionados à mão, clarificados em hipoclorito de sódio comercial (1:1 v/v) e corados 

com azul de astra e safranina 1% ou azul de toluidina (O’BRIEN; FEDER; MCCULLY, 1965). 

Amostras desidratadas em série etílica-butílica-terciária foram incluídas em parafina e 

hidroxietilmetacrilato Leica® (GERRITS; SMID, 1983), respectivamente, e posteriormente 

seccionadas transversal e longitudinalmente em micrótomo rotativo. As seções do material 

incluído em parafina (12-16 µm) e historresina (5 µm), foram coradas com azul astra/safranina


hidroalcoólica 2% e azul de toluidina, respectivamente, sendo as primeiras montadas em resina 

sintética Permount®. 

Para o exame ao microscópio eletrônico de varredura (modelo LEO 1450 VP), as amostras 

foram desidratadas em série etílica (JOHANSEN, 1940), secas em ponto crítico de CO 2 

(BOZZOLA; 

RUSSEL, 1991) e metalizadas com ouro. As fotomicrografias foram obtidas em fotomicroscópio 

Axiolab Zeiss e as demais imagens com câmera digital Cyber-shot Sony 7.0. 

RESULTADOS 

Em ambas as faces da lâmina foliar dos dois morfotipos de A. triplinervis, em vista frontal, 

foram encontrados tricomas glandulares (Figura 2a-c, e; Figura 3c) e não glandulares. Em seção 

transversal, os tricomas glandulares são de três tipos: perolado, formado por célula basal e 

uma cabeça globosa (Figura 2a-c), sendo este comumente observado em depressões da 

superfície epidérmica do mesofilo (Figura 2b-c); capitado curto formado por uma célula basal, 

e de uma a duas células pedunculares e uma cabeça (Figura 2e-f), e digitiforme, constituído por 

uma série de quatro células (Figura 3a-c). 

Ductos secretores foram observados apenas na lâmina foliar, e estão eventualmente dispersos 

pelo mesofilo (Figura 3d), nervura central (Figura 3e) e margem (Figura 3f), sobretudo adjacentes 

aos feixes vasculares destas regiões (Figura 3d-f). Estes exibem, em seção transversal, forma 

isodiamétrica e alongada longitudinalmente, com lume delimitado por camada unisseriada de 

células epiteliais (Figura 3d-h). 

No caule dos morfotipos analisados foi observado apenas o tricoma glandular do tipo capitado 

curto, semelhante ao descrito para a lâmina foliar (Figura 2d). 

DISCUSSÃO 

Estruturas secretoras são amplamente distribuídas em representantes de Asteraceae, ocorrendo 

em alguns ou todos os órgãos da planta e em diferentes posições (SOLEREDER, 1908; METCALFE; 

CHALK, 1950). As estruturas secretoras nos morfotipos (branca e roxa) de A. triplinervis foram 

localizadas e identificadas nas folhas e caules como tricomas glandulares, além de ductos 

secretores, apenas nas folhas dos indivíduos analisados. 

O tricoma glandular, localizado em depressões na superfície epidérmica dos indivíduos de A. 

triplinervis, foi designado por Solereder (1908) como glândula perolada, a qual é formada por


uma célula basal e uma célula apical esférica semelhante a uma pérola, ocorrendo apenas em 

órgãos aéreos em espécies de Piperaceae, dentre elas: Piper regnellii var. regnellii (SILVA; 

MACHADO, 1999) e Pothomorphe umbellata (MARINHO, 2008). Porém, ressalta-se também a 

existência desta estrutura em A. triplinervis, sendo este o primeiro registro de ocorrência para 

um representante de Asteraceae. 

A presença de tricomas do tipo capitado e digitiforme é um caráter conservativo, sendo 

encontrados em Eupatorium L. e Mikania Willd (CASTRO; LEITÃO-FILHO; MONTEIRO, 1997), 

Stevia Cav. (SMILJANIC, 2005) e Ayapana Spach., conferindo valor unificador para a tribo 

Eupatorieae. O valor unificador é expresso por caracteres conservativos que são aqueles que 

permanecem relativamente constantes, por longo período evolucionário, e tendem a variar 

pouco entre taxas relacionados (STACE, 1980) e aplicados na delimitação de taxas superiores 

(SMILJANIC, 2005). 

Com relação aos ductos, estes foram observados associados aos feixes vasculares apenas das 

folhas dos morfotipos de A. triplinervis. A presença de ductos neste órgão também foi 

mencionada para 39 espécies de Asteraceae (CASTRO; LEITÃO-FILHO; MONTEIRO, 1997), 

Mikania glomerata Spreng. (MILAN; HAYASHI; APPEZATTO-DA-GLÓRIA, 2006) e Ageratum 

conyzoides L. (MILLANI et al., 2010). Em Eupatorium inulaefolium H. B. K. (RAGONESE, 1988) e 

Smallanthus sonchifolius (Poepp.) H. Rob. (DUARTE; WOLF; PAULA, 2008), além das folhas, 

ductos também foram observados no caule. 

Tais estruturas secretoras variam quanto à forma e secretam diversas substâncias como óleos 

essenciais, alcaloides e substâncias fenólicas que podem ser usadas na defesa química da planta 

(FAHN, 1988; CASTRO; PEREIRA; PAIVA, 2009). Ademais, servem como caráter diagnóstico 

para a delimitação de espécies (THEOBALD; KRAHULIK; ROLLINS, 1979). Daí a importância de 

se conhecer as estruturas responsáveis pela produção dos compostos químicos presentes nos 

morfotipos branca e roxa de A. triplinervis. Além disso, testes histoquímicos em espécies de 

Asteraceae, revelaram a presença de compostos fenólicos e alcaloides em ductos e de compostos 

lipofílicos e fenólicos nos tricomas glandulares na mesma espécie (AGUILERA; MEIRA; FERREIRA, 

2004; FONSECA; MEIRA; CASALI, 2006), o que indica a complexidadede das secreções 

produzidas pelas estruturas secretoras. 

Contudo, as estruturas secretoras encontradas nos morfotipos de A. triplinervis neste estudo 

foram investigadas restritamente quanto à distribuição e anatomia, sendo necessárias futuras 

análises histoquímicas para o melhor conhecimento das principais classes de metabólitos que 

compõem o(s) exsudato(s) produzido(s) pelas mesmas.


a 

b 

c 

Figura 1a-c. Ayapana triplinervis. a) Vista geral do hábito (Branca); b-c) Ramos dos morfotipos branca e roxa, 

respectivamente. Escalas (a = 10 cm; b = 3,5 cm; c = 5,5 cm).


a 

b 

c 

d 

e 

f 

Figura 2a-f. Lâmina foliar e caule de Ayapana triplinervis. Branca (a, b, d-f) e roxa (c): a-c) Tricomas perolados 

(setas) em vista frontal (a) e em seção transversal da lâmina foliar (b-c); d-f) Tricoma capitado no caule (d) em 

seção transversal (e-f). Escalas (a = 40 µm; b = 60 µm; c = 10 µm; d = 50 µm; e = 30 µm; f = 30 µm).


a 

g 

h 

b 

c 

d e f 

Figura 3a-h. Lâmina foliar de Ayapana triplinervis. Branca (a-d, f-g); Roxa (b, e, h): a-c) Tricoma glandular 

digitiforme na superfície epidérmica; d-g) Ductos secretores (setas) em seção transversal no mesofilo (d), 

nervura central (e), margem (f) e por menor (g); h) Ducto em seção longitudinal. Escalas (a = 50 µm; b = 20 µm; 

c = 20 µm; d = 60 µm; e = 200 µm; f = 50 µm; g = 20 µm; h = 50 µm).


CONCLUSÃO 

As estruturas secretoras presentes no caule e folhas dos morfotipos branca e roxa de 

A. triplinervis foram identificadas como tricomas digitiforme, capitado curto e perolado, além 

de ductos. Em ambos os morfotipos analisados tais estruturas apresentaram semelhanças 

quanto à distribuição e anatomia. A ocorrência do tipo perolado destaca-se como uma importante 

característica, sendo este um registro inédito para Ayapana Spach. 

AGRADECIMENTOS 

Ao Laboratório de Anatomia Vegetal (LAVEG) do Museu Paraense Emílio Goeldi pela 

infraestrutura; e à CAPES, pela bolsa concedida à primeira autora. 

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Aspectos morfológicos e anatômicos 

de duas espécies aromáticas conhecidas por beliscão 

[Bacopa monnierioides (Cham.) B. L. Rob.] e pataqueira 

(Conobea scoparioides Benth.) – Plantaginaceae 


Raimunda Conceição de Vilhena Potiguara † 



Mara Jeanneth dos Santos Corrêa 

INTRODUÇÃO 

Plantaginaceae Juss. é constituída por cerca de 70 gêneros e 1.500 espécies (SOUZA; LORENZI, 

2008a). No Brasil ocorrem dois gêneros nativos com aproximadamente 10 espécies, com 

importância ornamental e medicinal (SOUZA; GIULLIETTE, 2009), as quais habitam áreas abertas, 

campos sulinos e áreas periodicamente inundadas da caatinga (SOUZA; LORENZI, 2008b). 

Tradicionalmente, esta família era constituída por três gêneros, mas, recentes estudos 

filogenéticos incluíram um grande número de gêneros antes pertencentes à Scrophulariaceae 

Juss., entre esses Bacopa Aubl. e Conobea Aubl. (JUDD et al., 2009; SOUZA, 2012). 

Dentre as plantas aromáticas nativas da Amazônia comercializadas na feira do Ver-o-Peso 

encontram-se Bacopa monnierioides (Cham.) B. L. Rob., conhecida por beliscão, e Conobea 

scoparioides Benth., por pataqueira; ambas são plantas aquáticas de áreas inundáveis, que 

recebem classificação ecológica por formas biológicas, conforme sua maior ou menor relação 

com a água (IRGANG; PEDRALLI; WAECHETER, 1994). Caracterizam-se por apresentarem 

variações biométricas e fenotípicas, que algumas vezes não possibilitam o reconhecimento 

das mesmas. 

Estas espécies são utilizadas com a mesma finalidade em vários municípios paraenses, seja 

como componente do famoso “Cheiro do Pará” ou no uso medicinal. 

Quanto à composição química do óleo essencial, um estudo com a parte aérea da 

B. monnierioides [citada como B. axillaris (Benth.) Standl.] comercializada no Ver-o-Peso revelou 

que os principais componentes desta planta são cânfora e metileugenol (ZOGHBI; ANDRADE, 

2006); e timol, metiltimol, α-felandreno e p-cimeno em C. scoparioides (MAIA; ZOGHBI; 

ANDRADE, 2000; REBELO et al., 2009).


Na Amazônia, trabalhos que abordem a anatomia de espécies aquáticas ainda são restritos, 

por isso a seleção das espécies B. monnierioides e C. scoparioides se deu em função da 

importância de sua utilização na tradição paraense através de seus banhos de cheiro realizados 

em épocas de festejos juninos e do próprio “Cheiro do Pará”. Portanto, esta pesquisa teve por 

objetivo caracterizar as estruturas morfológicas e anatômicas das espécies B. monnierioides e 

C. scoparioides, como contribuição à identificação e melhor conhecimento dessas plantas 

aromáticas que geralmente são encontradas e vendidas estéreis na feira do Ver-o-Peso. 


Coleta de material botânico para análise morfológica e anatômica 

A coleta das amostras de B. monnierioides e C. scopariodes foram realizadas nos municípios 

de Acará, Magalhães Barata e Melgaço, estado do Pará. Porém, apenas os indivíduos coletados 

em Melgaço foram encontrados férteis, sendo o material testemunho incorporado no Herbário 

MG, sob os registros MG 204.904 e MG 204.903, respectivamente. 

Quanto à relação com a água, B. monnierioides encontrava-se em substrato argiloso saturado 

de água ou emersa; e C. scopariodes como flutuante em matupá (ilhas flutuantes), emersa e em 

substrato arenoso. 

A descrição morfológica foi realizada utilizando partes vegetativas de cinco indivíduos de cada 

espécie. Para o estudo anatômico foram utilizadas folhas e segmentos de entrenós da porção 

mediana (3º a 5º nós, a partir da porção apical), os quais foram fixados em FAA (formaldeído, 

ácido acético e etanol 70%) por 24 horas (JOHANSEN, 1940), sob vácuo, conservados em álcool 

etílico 70% GL, seccionados à mão, corados com azul de astra e fucsina básica (BRAGA, 1977) 

e montados em glicerina diluída (1:1 v/v). 

A dissociação da epiderme foi realizada em solução de peróxido de hidrogênio e ácido acético 

1:1 (v/v) (FRANKLIN, 1945; modificado). Para evidenciar lipídios totais nas estruturas secretoras 

aplicou-se o teste microquímico com Preto Sudão B (PEARSE, 1985). 

As fotomicrográfias foram realizadas com auxílio de câmera fotográfica digital Canon acoplada 

em microscópio Zeiss, modelo Axiolab e as demais imagens por meio de câmera digital Sony 

Cyber-shot 7.0 megapixel. 

Os termos morfológicos utilizados estão de acordo com Souza e Giulliette (2009) e os estruturais 

de acordo com Rocha et al. (2002).


RESULTADOS 

Aspectos morfológicos 

Bacopa monnierioides conhecida por beliscã, é uma erva anfíbia, semiprostrada, com 12 a 

30 cm de altura. Caule cilíndrico, ramificado ou não, espaçadamente piloso a densamente 

piloso, e entrenós com 4 a 6 cm de comprimento. Folhas opostas cruzadas, com 0,7 mm a 

2,7 cm de comprimento e 0,2 a 0,8 mm de largura, sésseis, oblongas, margens espaçadamente 

serrilhadas, lâmina foliar com numerosos pontos translúcidos em ambas as faces. Flores 

axilares, solitárias, pentâmera, gamopétala, pediceladas, lilases, com estames excertos na 

corola (Figura 1a-b; Figura 2a-b) (Tabela 1). 

Conobea scoparioides conhecida por conobeia é uma erva ereta, anfíbia, com cerca de 40 cm 

de altura. Caule quadrangular com arestas angulosas, glabro. Folhas opostas cruzadas com 

3-10 cm de comprimento e 0,3 -1,9 mm de largura, sésseis, com base decurrente, oblanceoladas, 

margens serrilhadas, superfície da lâmina foliar com numerosos pontos translúcidos, 

especialmente na face adaxial. Flores axilares, solitárias, pentâmera, gamopétala, pediceladas, 

lilases, com estames inclusos na corola (Figura 1c-e) (Tabela 1). 

Aspectos anatômicos 

FOLHA 

Lâmina foliar – a epiderme foliar, em vista frontal de B. monnierioides e C. scoparioides, apresenta 

tanto na face adaxial quanto na abaxial (Figura 3a-b), células de paredes anticlinais onduladas, 

cutícula estriada (Figura 3c), estômatos diacíticos (Figura 3d), anomocíticos (Figura 3e) e 

tetracíticos (Figura 3f), além de tricomas glandulares peltados com quatro células na cabeça 

glandular (Figura 3a-b). 

O mesofilo das espécies em estudo, em seção transversal, é dorsiventral (Figura 4a-b). As 

faces da superfície, adaxial e abaxial, exibem células de variados tamanhos e cobertas por 

uma cutícula delgada. Adjacente à superfície adaxial, ocorre uma camada de parênquima 

paliçádico e 5-6 camadas de parênquima esponjoso, ambos contendo inúmeras gotículas 

em B. monnierioides (Figura 4a-c) de natureza lipídica, conforme o teste com Preto Sudão 

B (Figura 4f). 

Conobea scoparioides apresenta o mesofilo com duas camadas de parênquima paliçádico e 

4-5 camadas de parênquima esponjoso (Figura 4b). As folhas são anfiestomáticas, em seção


transversal, os estômatos encontram-se dispostos no nível das demais células epidérmicas da 

face adaxial, porém na face abaxial de C. scoparioides estão elevados em relação às mesmas 

(Figura 4b). Os tricomas glandulares estão localizados em depressões na superfície de ambas 

as faces da lâmina foliar das espécies avaliadas (Figura 4a-b). Estas estruturas glandulares são 

constituídas por uma célula basal, uma célula peduncular curta e quatro células na cabeça 

glandular (Figura 4d-e), cujo conteúdo reagiu positivamente para lipídios (Figura 4g). 

Feixes vasculares colaterais de pequeno calibre encontram-se distribuídos ao logo do mesofilo 

e envolvidos por uma bainha parenquimática (Figura 4c). 

A nervura central, em seção transversal, apresenta-se levemente côncava na face adaxial de 

B. monnierioides (Figura 5a) e côncavo-convexo em C. scoparioides (Figura 5b). O tecido de 

revestimento exibe características semelhantes às descritas para o restante da folha. 

Subsequente a esta, observa-se a região cortical, a qual é formada por células de diferentes 

dimensões e espaços intercelulares conspícuos (Figura 5c). O feixe vascular é do tipo colateral 

concêntrico em B. monnierioides (Figura 5d) e arco em C. scoparioides (Figura 5e). A margem 

é plana em B. monnierioides (Figura 5f) e revoluta em C. scoparioides (Figura 5g). 

CAULE 

Em seção transversal, o caule apresenta forma circular em B. monnierioides (Figura 6a) e 

quadrangular em C. scoparioides (Figura 6b). Ambos são revestidos por uma epiderme 

unisseriada, cutícula estriada, paredes anticlinais onduladas, bem como tricomas glandulares 

pluricelulares peltados em depressões na superfície, semelhantes aos observados na lâmina 

foliar. Estes apêndices glandulares são constituídos por uma célula basal, uma célula peduncular 

e quatro células na cabeça, além de tricomas tectores pluricelulares, unisseriados com cutícula 

estriada apenas em B. monnierioides (Figura 6a). 

A região cortical de ambas as espécies é formada por apenas uma camada uniforme (unisseriada) 

de aerênquima em B. monnierioides (Figura 6a,c) e várias camadas (pluriestratificada) de 

tamanhos distintos em C. scoparioides (Figura 6b,d). As células que constituem os septos dos 

aerênquimas de ambas as espécies estudadas apresentam espessamento lignificado, que ocorre 

desde a camada subepidérmica até a camada adjacente à endoderme, em um arranjo linear 

em B. monnierioides (Figura 6c) e ramificado em C. scoparioides (Figura 6d), sendo este o 

primeiro registro de ocorrência para um representante de Conobea. Grãos de amido também 

ocorrem na região periférica e medular deste órgão, respectivamente. 

O cilindro vascular exibe crescimento secundário inicial nas duas espécies em estudo, com 

câmbio ativo produzindo floema para fora e xilema para dentro (Figura 6e-f), delimitando a


região medular, que é constituída por células parenquimáticas circulares com espaços 

intercelulares conspícuos. 

Tabela 1. Características morfológicas e anatômicas diagnósticas de Bacopa monnierioides e Conobea scoparioides, 

nos municípios do Acará, Magalhães Barata e Melgaço, estado do Pará. 

Espécies B. monnierioides C. scoparioides 

CARACTERES MORFOLÓGICOS 

Caule cilíndrico quadrangular 

Indumento no caule piloso glabro 

Forma das folhas oblongas oblongo lanceoladas 

Pecíolo séssil séssil 

Margem foliar espaçadamente serrilhada serrilhadas 

Pontos translúcidos na lâmina foliar presente presente 

Posição dos estames na corola excertos inclusos 

CARACTERES ANATÔMICOS 

Mesofilo 

Camadas de parênquima paliçádico 1 2 

Camadas de parênquima esponjoso 5-6 4-5 

Gotículas de lipídeos presente ausente 

Tricoma glandular peltado presente presente 

Nervura central plana côncavo-convexa 

Margem plana revoluta 

Caule 

Tricomas tectores presente ausente 

Tricomas glandulares presentes presentes 

Aerênquima unisseriado pluriestratificado 

Espessamento em Fi nas células dos septos dos aerênquimas linear ramificado 

DISCUSSÃO 

As espécies B. monnierioides e C. scoparioides, conhecidas por beliscão e pataqueira, apresentaram 

características morfológicas conservativas à Bacopa Aubl. e Conobea Aubl., respectivamente 

(SOUZA; GIULLIETTE, 2009; CHRISTENHUSZ, 2011). Contudo, foram observados caracteres 

específicos para ambos os táxons, os quais foram discriminados na Tabela 1. 

As espécies avaliadas são plantas aquáticas de áreas inundáveis, comercializadas geralmente 

estéreis. Estas podem ser encontradas em solos saturados de água e como flutuantes em matupá 

(conjunto de plantas formando ilhas flutuantes), nas margens de rios e igarapés de águas pretas, 

brancas (barrenta) e cristalinas (SIOLI; KLINGER, 1962).


a 

b 

d 

c 

e 

Figura 1a-e. Caracteres morfológicos de espécies conhecidas por beliscão e pataqueira. Bacopa monnierioides 

(a,b) e Conobea scoparioides (c, d, e): a-b) Caule cilíndrico piloso (seta), folhas opostas cruzadas, evidenciando 

pontos translúcidos na face adaxial (a), margem espaçadamente denteada e flor axilar com estames excertos (b), 

notar mais de um botão floral na axila da folha (detalhe à esquerda); c) Caule quadrangular glabro; 

d) Detalhe da lâmina foliar evidenciando pontos translúcidos na face abaxial e margem serrilhada; e) Flor axilar, 

pedicelada com estames inclusos na corola. Barras: a = 6 cm, b = 3 cm , c = 25 cm, d = 5 cm, e = 2 cm.


a 

b 

Figura 2a-b. Aspecto morfológico de indivíduos emersos e estéreis de Bacopa monnierioides em diferentes 

tipos de água: a) Em água preta, evidenciando caule cilíndrico, não ramificado, entrenós curtos e densamente 

pilosos; b) Em água cristalina, evidenciando, caule cilíndrico, ramificado, entrenós longos e espaçadamente 

piloso. Barras: 1 cm.


a 

b 

c 

d 

e 

f 

Figura 3a-f. Superfície foliar de espécies conhecidas por beliscão e pataqueira. Bacopa monnierioides (a, d) e 

Conobea scoparioides (b, c, e, f): a-b) Superfície abaxial de B. monnierioides (a) e de C. scoparioides (b), notar 

tricomas glandulares peltados; c) Cutícula estriada; d) Estômato diacítico; e) Estômatos anomocíticos; 

f) Estômato tetracítico. tg: tricoma glandular. Barras: a-b= 40 µm, c-f= 20 µm.


a 

b 

c 

f 

d 

e 

g 

Figura 4a-g. Anatomia do mesofilo de espécies conhecidas por beliscão e pataqueira. Bacopa monnierioides (a, 

c, d, f) e Conobea scoparioides (b, e, g): a-b) Vista geral do mesofilo dorsiventral; notar tricomas glandulares 

(setas), gotículas (a) (seta) e estômato acima do nível epidérmico na face abaxial (b); c) Detalhe do feixe 

colateral e das gotículas no mesofilo (seta); d-e) Detalhe do tricoma glandular peltado; f-g) Reação positiva 

para lipídios totais nas gotículas (f) e no tricoma glandular peltado (g). bp: bainha parenquimática, cb: célula 

basal, cc: célula colar, cg: cabeça glandular, cs: câmara subestômática, eb: epiderme abaxial, ed: epiderme 

adaxial, fb: fibra, fl: floema, fv: feixe vascular, pp: parênquima paliçádico, pl: parênquima lacunoso, px; protoxilema: 

xilema. Barras: a-b = 150 µm; c-g = 20 µm.


a 

b 

c d e 

f 

g 

Figura 5a-g. Anatomia da nervura central e margem de espécies conhecidas por beliscão e pataqueira. Bacopa 

monnierioides (a, d, f) e Conobea scoparioides (b, c, e, f): a-b) Aspecto geral da nervura central; c) Detalhe da 

região ventral da nervura central; d-e) Feixe vascular colateral concêntrico (d) e em arco (e); f-g) Margem reta 

(f), notar gotículas (seta) e revoluta (g), respectivamente. eb: epiderme abaxial, ed: epiderme adaxial, 

Ei: espaço intercelular, ep: epiderme, cx: córtex, pp: parênquima paliçádico, pl: parênquima lacunoso, fb: fibra, 

fl: floema, fv: feixe vascular, tg: tricoma glandular, xi: xilema. Barras: a-b = 150 µm; c-e= 50 µm; f-g = 20 µm.


a 

b 

c 

d 

e 

f 

Figura 6a-f. Anatomia do caule das espécies conhecidas por beliscão e pataqueira. Bacopa monnierioides 

(a, c, e) e Conobea scoparioides (b, d, f), respectivamente: a-b) Aspecto geral; c-d) Detalhe da região periférica, 

evidenciando septos do aerênquima com espessamento em fi, em arranjo linear (c) e ramificado, evidenciado no 

detalhe superior à esquerda (d); e-f) Cilindro vascular exibindo crescimento secundário inicial (asterisco). 

Ae: aerênquima, en: endoderme, ep: epiderme, fi: espessamento em fi, cx: córtex, fl: floema, M: medula, sv: 

sistema vascular, tg: tricoma glandular, tc: tricoma tector, xi: xilema. Barras: a-b= 200 µm; c-d= 50 µm; e-f= 30 µm.


As variações biométricas e fenotípicas constatadas no beliscão (Figura 2a-b) são comuns em 

plantas aquáticas e provavelmente estão relacionadas a fatores ambientais, como diferentes 

níveis de inundação do substrato, tipos de substrato e de água e sombreamento. Esteves (1988) 

enfatizou que as plantas aquáticas sempre apresentaram grande dificuldade para os 

taxonomistas e, no passado, as variações biométricas eram o principal motivo para o grande 

número de sinonímias. 

Com relação aos caracteres anatômicos, estas espécies apresentaram pouca similaridade 

estrutural (Tabela 1). No entanto, B. monnierioides e C. scoparioides exibiram os mesmos tipos 

de estômatos na lâmina foliar: diácitico, anomocítico e teracítico. Segundo Meltcalfe e Chalk 

(1950), esses tipos de apêndices são comumente encontrados em representantes de 

Plantaginaceae. Contudo, Rocha et al. (2002) observaram apenas o anomocítico em Plantago 

major e P. australis (Plantaginaceae). 

Quanto aos tricomas, foram observados os tipos tector e glandular (peltado). Porém, os tricomas 

tectores foram observados apenas em B. monnierioides, enquanto os tricomas glandulares peltados 

ocorrem tanto na superfície caulinar quanto em ambas as faces da lâmina foliar das duas espécies 

estudadas, semelhante ao observado por Rocha et al. (2002) em espécies de Plantago L. 

Rocha et al. (2002), ao realizarem testes histoquímicos nos tricomas glandulares (capitados) 

presentes na lâmina foliar de Plantago major e P. australis constataram que essas glândulas 

possuem compostos mucilaginosos, fenólicos e lipídicos, que justificam a indicação 

terapêutica dessas espécies na fitoterapia popular como anti-inflamatórios e cicatrizantes. 

No entanto, para B. monnierioides e C. scoparioides, o que se sabe é que o conteúdo dos 

tricomas glandulares peltados encontrados nas folhas e caules é de natureza lipídica, conforme 

o teste com Preto Sudão B, incluindo as gotículas observadas no mesofilo de B. monnierioides. 

Ademais, essas estruturas são as responsáveis pelo armazenamento das substâncias 

aromáticas exaladas por essas espécies, as quais são largamente utilizadas em banhos de 

cheiro em época de festejos juninos. 

De acordo com Potiguara et al. (2012), a natureza química do material secretado, juntamente 

com a morfologia, poderão contribuir para a compreensão do exato papel dessas estruturas, 

bem como a função do produto secretado pela planta. 

O mesofilo do tipo isobilateral e dorsiventral, bem como homogêneo, são comumente 

observados em folhas de espécies de Plantaginaceae (SOLEREDER, 1908), sendo o tipo 

dorsiventral comum para as duas espécies em estudo. 

A ocorrência do espessamento em Fi, nas células dos septos que formam os aerênquimas do 

caule de B. monnierioides e C. scoparioides é um registro inédito para um representante de


Conobea e para o caule de B. monnierioides. Entretanto, essa estrutura já foi observada nas 

raízes de Bacopa salzmannii e B. monnierioides (BONA; MORRETES, 2003) e em raízes de 

espécies de Araucariaceae Henkel & W. Hochst., Taxodiaceae Saporta, Cupressaceae Gray, 

Rosaceae Juss., Geraniaceae Juss., Berberidaceae Juss. e Sapindaceae Juss. (CASTRO; PEREIRA; 

PAIVA, 2009). 

O espessamento em Fi é uma denominação dada a um tipo de espessamento ou modificações 

que ocorrem nas paredes celulares (CASTRO; PEREIRA; PAIVA, 2009; MELO, 2011). 

Os resultados das pesquisas sobre o espessamento em Fi é bastante controverso, podendo atuar 

tanto como uma estrutura de suporte mecânico, contribuindo para integridade e funcionalidade 

das raízes, mesmo antes da diferenciação de outros tecidos que podem participar na sustentação 

mecânica, quanto ainda ter um papel fisiológico de seletividade em relação ao movimento 

apoplástico de íons na raiz (MELO, 2011). No entanto, para Castro, Pereira e Paiva (2009), a 

formação do espessamento em Fi em raízes é fortemente influenciada por fatores ambientais 

como solos compactados ou que impõem dificuldades de penetração, solos alcalinos, com muitos 

metais pesados, com muitos sais ou locais sujeitos a infecção por fungos micorrízicos. 

Neste estudo, o espaçamento em Fi observado nos caules de B. monnierioides e C. scoparioides 

reforça a função de sustentação mecânica, tendo em vista que ambas são plantas aquáticas 

emersas, as quais necessitam de um reforço estrutural, porém serão necessários estudos 

complementares para confirmar esta hipótese. 

Com relação aos feixes vasculares, Rocha et al. (2002) ao estudarem a anatomia de Plantago 

major e P. australis verificaram ao longo de toda a folha a ocorrência de fibras pericíclicas de 

paredes celulósicas associadas ao floema e ao xilema, além de uma endoderme conspícua 

circundando os vasos. Contudo, a presença de fibras pericíclicas não foi observada ao redor dos 

feixes vasculares das espécies em estudo, sendo evidente apenas uma bainha parenquimática 

que circunda o feixe vascular, além de poucas células esclerificadas sobre o floema. 

CONCLUSÃO 

As espécies conhecidas como besliscão e pataqueira, comercializadas estéreis na feira do 

Ver-o-Peso, podem ser identificadas morfologicamente pela forma e presença de indumentos 

no caule, forma e margem das folhas; e anatomicamente pelo número de camadas do 

parênquima paliçádico, estrutura da nervura central e margem foliar, número de camadas 

de aerênquima no caule, forma de deposição do espessamento em Fi e presença de tricomas 

tectores e gotículas lipídicas.


Ressalta-se ainda a ocorrência do espessamento em Fi nos caules das espécies em estudo, 

como uma importante contribuição para a ampliação do entendimento do papel funcional em 

espécies aquáticas dos gêneros Bacopa e Conobea. 

A utilização do besliscão e da pataqueira nos banhos de cheiro deve-se à semelhança dos 

aromas exalados pelas substâncias lipídicas armazenadas nos tricomas glandulares peltados e 

pelas gotículas presentes apenas no beliscão. 


As pesquisadoras bolsistas do MPEG, Denise Cunha e Darley Leal, pela coleta de material botânico 

fértil em Caxiuanã, Estação Científica Ferreira Penna (ECFPn) e aos funcionários do Herbário 

MG, Luis Carlos B. Lobato, pelas coletas em vários municípios paraenses, e ao Dr. Elielson Rocha, 

pela identificação das espécies. 

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Contribuição ao conhecimento anatômico dos órgãos vegetativos 

do patchuli [Chrysopogon zizanioides (L.) Roberty] na Amazônia 



INTRODUÇÃO 

Chrysopogom zizanioides (L.) Roberty (Poaceae), anteriormente denominada como Vetiveria 

zizanioides (L.) Nash ex Small, é popularmente conhecida no estado do Pará por patchuli. Outros 

nomes populares atribuídos à espécie são capim-vetiver, capim-de-cheiro, grama-cheirosa, 

grama-das-índias e raiz-de-cheiro. É uma planta com diversas indicações medicinais e 

cosméticas, e o óleo obtido da sua raiz é usado como fixador de perfumes devido à lenta 

evaporação do mesmo quando aplicado na pele (NRC, 1993). Os principais produtores do óleo 

são a Índia, Java e Haiti (NRC, 1993) 

Chrysopogon zizanioides é nativa do subcontinente indiano e ocorre no Paquistão, Sri Lanka, 

Indochina, Mianmar e Tailândia, sendo vastamente cultivada na Indonésia, Índias Ocidentais, 

África e Polinésia (USDA, 2004). É comum nas ilhas do arquipélago Malay, Ceilão, nas ilhas do 

oceano Índico, Antilhas, Jamaica e Nova Caledônia (PARRY, 1918). Introduzida no Brasil (RIZZINI; 

MORS, 1976), e conhecida por se adaptar a diversos tipos de solo e umidade (FONSECA, 1927), 

é encontrada desde o Amazonas até São Paulo (CRUZ; COSTA, 1938), sendo subespontânea 

nas praias da Ilha do Marajó (CORRÊA, 1984). No Brasil, sua produção vem aumentando, uma 

vez que essa espécie tem considerável valor econômico, com múltiplos usos comerciais e 

aplicações industriais, bem como na proteção ambiental, evitando a erosão do solo. 

Na Amazônia, nas últimas décadas, muitas pesquisas vêm sendo realizadas com espécies 

aromáticas, nativas e exóticas. Dentre essas, o patchuli é digno de destaque, por tratar-se de 

uma planta facilmente cultivada, cujas raízes são utilizadas após secagem, para aromatizarem 

ambientes; em infusão, juntamente com outras ervas, compõem o “Cheiro cheiroso do Pará” 

(OLIVEIRA et al., 1991), ou usado na forma de pó (sachets) para aromatizar armários, gavetas e 

afugentar os insetos (RODRIGUES, 1986). 

Essa espécie possui dois tipos: um selvagem, que ocorre no Norte da Índia, com raízes curtas e 

que floresce regularmente e produz sementes férteis e pode se tornar uma praga; o outro tipo 

ocorre no Sul da Índia, parecendo ser uma seleção do tipo selvagem que não floresce, não produz 

sementes férteis e é cultivado há séculos nos trópicos de forma vegetativa. O sistema de raízes é 

mais profundo e, como a planta não cria estolhos, não é uma planta invasiva e o seu cultivo


torna-se controlável. Por esse caráter, essa espécie tem sido muito utilizada na Índia para delimitar 

terrenos. Entretanto, em virtude de destacado crescimento vertical atingindo camadas profundas 

do solo, tem um importante papel ecológico, que justifica a preferência do seu uso para a contenção 

do solo, especialmente em áreas de praias e encostas (NRC, 1993). 

Por se tratar de uma espécie com grande importância econômica, muitos estudos já foram 

realizados, sobretudo em nível morfológico e de cultivo, porém ainda são muito incipientes os 

conhecimentos acerca da organização anatômica geral dos seus diferentes órgãos vegetativos, 

especialmente nos espécimes que ocorrem em ambientes de terra firme, sobretudo nas raízes 

adventícias, de onde se obtém o óleo essencial. 

Para contribuir com mais informações sobre o patchuli e auxiliar no desenvolvimento de 

outras técnicas de extração do óleo essencial, bem como subsidiar estudos posteriores em 

áreas afins, o objetivo deste trabalho foi descrever as estruturas anatômicas dos órgãos 

vegetativos e identificar nas raízes as estruturas secretoras, por ser o órgão produtor de 

aroma e de maior interesse comercial. 


A amostra botânica de C. zizanioides foi coletada na Ilha de Mosqueiro-PA, na praia do Chapéu 

Virado, em substrato arenoso não inundável. Foram coletadas folhas do quinto nó, caule aéreo e 

subterrâneo e raízes adventícias com cerca de 50 cm de comprimento. O material para estudo 

anatômico foi processado sob duas formas: preservado em condições ambientais umedecidas 

(amostras frescas), e foi imediatamente levado ao laboratório de botânica da Universidade Federal 

Rural da Amazônia (UFRA) para a realização de testes histoquímicos. A outra parte foi fixada em 

FAA (formaldeído, ácido acético e álcool etílico 70% GL) por 24 horas, conservada em álcool 

etílico 70% GL, secionada à mão, clarificada no hipoclorito de sódio a 5% aquoso, por dez minutos, 

seguindo-se a coloração com azul de astra a 0,5% aquoso por dois minutos e safranina 1% aquosa 

por um minuto (JOHANSEN, 1940) e montada em glicerina diluída (1:3 v/v). 

A dissociação da epiderme foliar foi realizada com amostras da região mediana da nervura 

central em mistura de Jeffrey (JOHANSEN, 1940) com modificações durante 24 horas, 

(substituindo o ácido crômico pelo óxido crômico). 

Os testes histoquímicos foram realizados em seções a fresco nas células do mesofilo e do 

tecido parenquimático do caule e das raízes, com os reagentes sudam III e preto de Sudão B 

para lipídeos (PEARSE, 1985), lugol para amido e vermelho de ruthênio para pectinas; a presença 

de grãos de sílica sobre as faces epidérmicas foi detectada com azul de metileno e as células 

suberizadas com sudam III (JOHANSEN, 1940).


As fotomicrografias foram obtidas através de máquina fotográfica digital Canon acoplada em 

microscópio Zeiss, modelo Axiolab e as fotografias com máquina digital Sony modelo 1080. 


Superfície foliar 

Na superfície epidérmica adaxial ocorrem tricomas secretores saculiformes ainda não citados 

para C. zizanioides. Estes tricomas são formados por duas células: uma basal de conteúdo mais 

denso e a outra apical mais dilatada (Figura 1a-b). 

As superfícies adaxial e abaxial são formadas por diferentes tipos celulares, como células 

suberizadas, células silicosas, células epidérmicas e seguindo o padrão comum da família 

Poaceae. Os estômatos são do tipo halteres, dispostos em fileiras no sentido longitudinal (Figura 

1a-d). As células epidérmicas da face adaxial são mais alongadas e com paredes fortemente 

onduladas, mais espessadas quando comparadas às células da face abaxial. As células contendo 

sílica e células suberizadas são comprimidas no sentido longitudinal e mais frequentes sobre 

as nervuras (Figura 1c-d). 

As superfícies epidérmicas adaxial e abaxial da folha apresentam em sua constituição células 

suberizadas, células silicosas e estômáticas, que seguem o padrão comum da família Poaceae. 

Os estômatos são do tipo halteres, dispostos em fileiras no sentido longitudinal (Figura 1a-d). 

As células epidérmicas da face adaxial são mais alongadas e com paredes onduladas fortemente 

espessadas quando comparadas às células da face abaxial. As células suberizadas e as que 

contêm sílica são comprimidas no sentido longitudinal e mais frequentes sobre as nervuras 

(Figura 1c-d). 

Na superfície epidérmica adaxial ocorrem tricomas secretores saculiformes ainda não citados 

para C. zizanioides. Estes tricomas são formados por duas células: uma basal de conteúdo mais 

denso e a outra apical mais dilatada (Figura 1a-b). 

Os estômatos da face abaxial são mais arredondados, apresentam eixo equatorial maior e são 

mais abundantes quando comparados à face adaxial, cujo formato é mais elipsoide. A folha é 

anfiestomática e em ambas as faces os estômatos estão distribuídos entre as nervuras (Figura 

1c-d). Esses dados confirmam os já existentes na literatura para o gênero Vetiveria (BERG, 

1984), bem como os estudos conduzidos por Metcalfe e Chalk (1950) e Bertea et al. (2001). A 

presença de tricomas na face adaxial e de estômatos em ambas as faces epidérmicas, observadas 

no presente trabalho, não são referenciadas por Bertea et al. (2001).


a 

b 

50µm 20µm 

c 

d 

20µm 20µm 

Figura 1a-d. Vista frontal da epiderme foliar de Chrysopogon zizanioides: a) Vista geral da face adaxial; b) Face 

adaxial com detalhe do tricoma tector – Tt, do tricoma secretor – Ts e do estômato – E; c) Detalhe da face 

adaxial destacando células suberizadas – Cs (setas), grãos de sílica – Gs (setas); d) Detalhe da face abaxial 

destacando grãos de sílica – Gs e estômatos – E.


Mesofilo 

A folha em corte transversal, ao nível da nervura central, revela o limbo foliar em formato 

de “V”, onde as duas faces do limbo foliar formam um ângulo de aproximadamente 30 

graus (Figura 2a). A face adaxial e abaxial da epiderme é uniestratificada e recoberta por 

uma cutícula que se invagina entre as paredes anticlinais das células epidérmicas e reforçam 

o referido órgão, provavelmente contra a evapotranspiração excessiva dos tecidos internos 

(Figura 2b). Na face adaxial os tricomas tectores de variados tamanhos e os secretores são 

abundantes e de ocorrência regular em todas as folhas observadas, e estão mais 

concentrados próximo à margem foliar (Figura 2b), caráter não descrito por Bertea et al. 

(2001) para a esta espécie. 

De acordo com Bertea et al. (2001) é possível diferenciar no mesofilo os parênquimas 

paliçádico e esponjoso, ambos subjacentes apenas à face abaxial. Porém, neste trabalho 

não foi observada tal diferenciação, uma vez que o mesofilo encontra-se constituído por 

um parênquima fundamental formado por células arredondadas heterodimensionais, 

dispostas em duas estreitas faixas de células subjacentes às duas faces epidérmicas e 

intercaladas por grandes aerênquimas (Figura 2c). Possivelmente os autores acima relataram 

tal diferenciação pela distinção de uma camada de células próxima aos feixes vasculares, 

destacada pela presença de cloroplastos no seu interior. Tais resultados, bem como a 

formação de grandes aerênquimas são comuns à família Poaceae e característicos de 

espécies hidromórficas (ESAU, 1974). 

A nervura central, em seção transversal, destaca-se pela presença de um feixe vascular, 

medianamente situado e adjacente à face abaxial da epiderme, além de ser maior, quando 

comparado aos demais feixes vasculares do mesofilo (Figura 2a). De acordo com Bertea et 

al. (2001), as células buliformes estão confinadas a superfície adaxial da nervura central, 

caráter não visualizado no material analisado (Figura 2a), possivelmente por se tratar de 

espécimes desenvolvidos em ambiente com bom suprimento hídrico. Entretanto, neste 

trabalho, na face adaxial verifica-se a presença de células epidérmicas, coradas mais 

intensamente no azul de astra, localizadas na direção de cada aerênquima, cuja presença é 

mais frequente à medida que se distancia da nervura central, possivelmente devem tratarse 

de células buliformes. Embora tais células estejam relacionadas à função motora devido 

à turgescência, promovendo o enrolamento e desenrolamento da lâmina foliar (ESAU, 1974), 

as mesmas não estão bem caracterizadas na espécie em estudo, possivelmente em função 

do ambiente ter bom suprimento hídrico (Figura 2a).


Para cada lado da nervura central, as duas metades do limbo foliar são ligeiramente simétricas, 

caráter claramente evidenciado pela alternância dos aerênquimas com os feixes vasculares. 

Esses feixes estão posicionados no mesofilo adjacentes à face abaxial e são de diferentes 

tamanhos: os feixes menores se localizam na direção dos aerênquimas, já os maiores formam 

várias camadas de esclerênquima, caracterizando bainhas de extensão em direção à face 

abaxial e uma sobreposição de células parenquimáticas em direção à face adaxial, constituindo 

estruturas semelhantes a colunas, que são alternadas transversalmente por grandes 

aerênquimas (Figura 2a, c). 

O mesofilo é predominantemente ocupado por aerênquimas que, de acordo com Bertea et 

al. (2001), são de origem lisígena, formados pela lise de células do mesofilo, permanecendo 

apenas as células próximas aos feixes vasculares (Figura 2a, c). Vale ressaltar que nas margens 

foliares a formação dos aerênquimas deve-se a dois fatores: o afastamento das células e o 

subsequente rompimento de suas paredes, iniciando a formação dessas grandes cavidades 

aeríferas (Figura 2b). 

Os feixes vasculares do mesofilo são de diferentes tamanhos; os maiores são formados por 

um agrupamento de células do floema envolvidos por uma coroa de fibras que se estende 

até a face abaxial da folha. Em direção oposta ocorrem grandes elementos de vasos, formando 

o xilema, sendo todo esse feixe envolvido parcialmente por células contendo grãos de amido 

e cloroplastos, possivelmente envolvidos na atividade fotossintética (Figura 2d). Essa estrutura 

vascular envolvida por uma bainha amilífera caracteriza anatomicamente uma bainha Kranz, 

comuns nas Poaceae de ambiente xéricos, denominadas, dessa forma, plantas do tipo C4. 

Essa espécie também parece estar adaptada a diversas condições climáticas das regiões 

temperadas, por conservar altas atividades enzimáticas e baixo ponto de compensação de 

CO2 (BERTEA et al., 2001). 

Caule 

O caule apresenta uma porção aérea e outra rizomatosa. A parte aérea apresenta um padrão 

comum às monocotiledôneas com feixes vasculares atactostélicos. Porém, a parte subterrânea 

constitui-se por tecidos diferenciados, dando origem às raízes, destacando a presença de 

endoderme e aerênquimas bem evidentes. 

O caule é revestido por uma epiderme uniestratificada, formada por células levemente alongadas 

no sentido radial, com paredes anticlinais espessadas (Figura 3a-b). O tecido subjacente é formado 

por seis a oito camadas de células em fase inicial de esclerificação (Figura 3b). Anexo a este,


verifica-se a presença de um tecido parenquimático constituído por células arredondadas e 

heterodimensionais, contendo grãos de amido (Figura 3b). Delimitando uma região central, 

ainda em vista transversal, os feixes vasculares com suas bainhas de esclerênquima estão 

dispostos de forma justapostas na parte mais periférica, e mais dispersos na parte central do 

caule, caráter muito peculiar à família Poaceae (Figura 3c). Os feixes vasculares encontramse 

envolvidos por uma a três camadas de células mais claras, constituindo possivelmente 

uma bainha pericíclica de onde se formam os elementos do xilema, do floema e as fibras 

pericícliclas (Figura 3d). Os feixes maiores encontram-se constituídos por um agrupamento 

de elementos do floema na parte central do feixe e contornando o protoxilema. O xilema 

dispõe-se em três polos no formato de “T”, com uma bainha bem volumosa de fibras 

contornando o floema em direção à parte externa, e formando uma a duas camadas em 

direção à parte central do órgão (Figura 3d). 

Na camada mais periférica do caule, em seção transversal, também observou-se a 

diferenciação da região meristemática do primórdio foliar (Figura 4a-b). 

A parte subterrânea do caule caracteriza-se por apresentar a emissão de raízes adventícias. 

Observa-se uma epiderme uniestratificada, com células levemente alongadas no sentido 

radial e de paredes lignificadas. Na região subepidérmica destaca-se um tecido esclerificado 

constituído por 8 a 12 camadas de células, conferindo uma conformação ondulada em 

determinados pontos desse tecido (Figura 5a-b). A região cortical é formada por células do 

parênquima fundamental, onde em determinadas regiões ocorre a lise dessas células, 

formando aerênquimas (Figura 5a-b). Esses são limitados externamente por um tecido 

esclerificado e internamente por uma endoderme com paredes internas mais espessadas, e 

esporadicamente intercaladas por células de passagem (Figura 5b, d). 

As raízes adventícias originadas do caule subterrâneo (Figura 5c), quando observadas em 

secção transversal, revelam uma epiderme uniestratificada, com pelos absorventes 

unicelulares muito alongados e abundantes, entre os quais podem ser visualizadas células 

mortas em descamação (Figura 6a-b). De acordo com a literatura a seguir, os autores Prat 

(1936), Kartusch e Kartusch (1978), Viano et al. (1991) e Bertea et al. (2001) não ilustram e 

nem fazem referência à presença desses pelos na raiz adventícia. 

A região cortical apresenta uma faixa formada por duas camadas de células parenquimáticas 

subepidérmicas, um anel contínuo de esclerênquima constituído por 3 a 4 camadas de células 

com paredes bem espessadas, ricas em lignina, seguido por uma larga faixa de células 

parenquimáticas, cujas células na parte mais central em muitos pontos sofrem lise e formam 

grandes e abundantes aerênquimas, que ficam separados por cordões de células


a 

b 

M 

A 

Tt 

Ts 

100µm 

100µm 

c 

d 

Fi 

Fv 

F 

A 

X 

Ba 

100µm 

20µm 

Figura 2 a-d. Seção transversal da folha de Chrysopogon zizanioides: a) Mesofilo foliar, aerênquimas – A; 

b) Detalhe da margem foliar, tricoma tector – Tt, tricoma secretor – Ts, margem esclerificada – M; c) Vista 

parcial do mesofilo, aerênquima – A, feixe vascular – FV; d) Detalhe do Feixe vascular, floema – F, xilema – X, 

fibras – Fi, bainha amilífera – Ba.


a 

b 

Ep 

Pei 

Fv 

Ga 

200µm 

20µm 

c 

d 

Pf 

Bf 

F 

Fv 

X 

Bf 

100µm 

100µm 

Figura 3a-d. Seção transversal do caule de Chrysopogon zizanioides: a) Vista geral do caule, destacando os 

feixes vasculares – Fv; b) Vista parcial da epiderme – Ep, parênquima esclerificado em estádio inicial – Pei, 

grãos de amido – Ga; c) Vista parcial da região cortical do caule, destacando o surgimento do primórdio 

foliar – Pf; d) Detalhe do feixe vascular, xilema – X, floema – F e bainha do feixe – Bf.


a 

Fv 

b 

Pf 

100µm 

Ec 

100µm 

Figura 4a-b. Seção transversal do caule de Chrysopogon zizanioides: a) Vista parcial do caule e do meristema; 

b) Detalhe do primórdio foliar, protoderme foliar – Pf, epiderme caulinar – Ec. 

parenquimáticas, dentre as quais muitas reagiram positivamente ao teste para substância 

lipofílica, revelando a sua participação na produção do óleo aromático presente nessas raízes 

(Figura 6b), caráter não referenciado por Bertea et al. (2001) e demais autores citados acima. 

Os aerênquimas são limitados externamente por 3 a 4 camadas de células parenquimáticas 

que não sofreram lise celular, mantendo sua disposição regular, e internamente encontramse 

também limitados por apenas 1 a 2 camadas de células corticais à evidente endoderme. 

Nessas camadas também encontram-se os idioblastos oleíferos (Figura b-c), confirmando 

os resultados já descritos pelos autores mencionados. 

O cilindro central é revestido pelo periciclo formado por células com paredes bem espessadas, 

ratificando um padrão comum para as raízes de monocotiledôneas, especialmente as Poaceae 

(Figura 6d), confirmando resultados já referenciados por Bertea et al. (2001) e Alencar et al. 

(2005). 

O sistema condutor também segue o padrão de outras Poaceae com cordões de xilema, com 

protoxilema na parte mais periférica do cilindro central e o metaxilema mais interno, o floema 

dispõe-se em agrupamentos alternados com o xilema e intercalados radialmente por tecido 

esclerificado (Figura 6d). As células parênquimáticas da porção central são esféricas, 

heterodimensionais, com grande concentração de grãos de amido.


a 

b 

Ep 

A 

Pe 

Pe 

Rv 

Pa 

A 

Pa 

Fv 

100µm 

50µm 

c 

d 

X 

F 

Ra 

Fv 

Fv 

Fi 

Cp 

En 

200µm 20µm 

Figura 5a-d. Seção transversal do caule de Chrysopogon zizanioides: a) Vista parcial do caule em seção transversal, 

parênquima esclerificado – Pe, parênquima – Pa e região vascular – Rv; b) Vista parcial da epiderme – Ep, 

parênquima esclerificado – Pe, parênquima – Pa com aerênquima – A e feixe vascular – FV; c) Região de 

origem da raiz adventícia – Ra, feixe vascular – FV; c) Detalhe do Feixe vascular, floema - F, xilema – X, fibras – 

Fi, endoderme – En, com célula de passagem – Cp.


a 

b 

A 

Pr 

Ep 

Pr 

Fl 

A 

200µm 50µm 

c 

d 

IO 

IO 

En 

En 

F 

50µm 

X 

50µm 

Figura 6a-d. Seção transversal da raiz de Chrysopogon zizanioides: a) Vista geral da raiz; b) Detalhe da 

epiderme – Ep, pelo da raiz – Pr, fibras – Fi; c) Detalhe da região cortical destacando aerênquimas – A, 

idioblasto lipídico – Il, endoderme – En; d) Detalhe das regiões cortical e vascular destacando endoderme – 

Em, xilema – X, floema – F.


CONCLUSÃO 

Chrysopogon zizanioides apresenta caracteres anatômicos comuns à família Poaceae, porém 

observou-se especificidades como tricomas tectores e secretores (saculiformes) na mesma 

face epidérmica da folha. As estruturas secretoras presentes nas raízes adventícias foram 

identificadas como idioblastos lipídicos. Já na folha essas estruturas são representadas por 

tricomas secretores do tipo saculiformes, ainda não citados na literatura. 


Os autores agradecem à Tatiani Yuriko Souza Kikuchi pela revisão do texto. 

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Nat., v. 13, p. 61-69, 1991.

Anatomia foliar de Guatteria scandens Ducke (Annonaceae) 

Thália do Socorro Serra Gama 



Ana Cristina Andrade de Aguiar Dias 

INTRODUÇÃO 

Annonaceae (Juss.), essencialmente pantropical, compreende 2.500 espécies distribuídas em 

135 gêneros (APG II, 2003). Guatteria Ruiz & Pav. é o gênero mais numeroso desta família, 

contando com 180 espécies (FILARTIGA, 2008), distribuídas no Norte e Nordeste do Brasil. 

O gênero mostra uma ampla distribuição ecológica e pode ser encontrado nas florestas de 

terra firme, nas campinas e florestas inundadas da Amazônia (ERKENS et al., 2007). A maior 

diversidade de espécies de Guatteria é encontrada na bacia amazônica, considerada o centro 

de especiação do gênero (MORAWETZ; WAHA, 1985). 

Dentre essas espécies ocorrentes no domínio amazônico encontra-se Guatteria scandens Ducke, 

uma trepadeira lenhosa, cujo nome vernacular é cipó-ira ou cipó-uíra, que apresenta folhas 

simples, alternas e inteiras, com tricomas simples (OLIVEIRA, 2007). 

Na literatura são relatados apenas estudos fitoquímicos de Guatteria (HOCQUEMILLER; 

RASAMIZAFY; CAVÉ, 1983; COSTA et al., 2011; MONTENEGRO et al., 2003; MAIA et al., 2005), 

incluindo os referentes a alcaloides em G. scandens (HOCQUEMILLER; RASAMIZAFY; CAVÉ, 

1983). Até o momento, existem poucas informações da anatomia dos órgãos vegetativos da 

espécie citada, e este tipo de conhecimento pode ser útil às questões taxonômicas geradas pela 

variabilidade intraespecífica desses caracteres (LOBÃO; MELLO-SILVA, 2007). 

Diante do exposto, este trabalho teve por objetivo investigar a anatomia foliar de G. scandens, 

como contribuição à identificação estrutural e taxonômica de plantas com potencial aromático 

e medicinal. 


Folhas completamente expandidas foram coletadas na reserva do Mocambo (APEG) e no Parque 

Ecológico do Gunma, no período de agosto de 2009 a junho de 2010. O material testemunho foi 

herborizado e incorporado no Herbário João Murça Pires (MG) do Museu Paraense Emílio Goeldi.


Foram estudados o pecíolo e as regiões apical, mediana e basal do limbo foliar. As amostras 

foram fixadas em FAA 70 

(formalina, ácido acético e álcool 70%) por 24 horas e em SFF (sulfato 

ferroso em formalina) por 42 horas, para preservação de substâncias hidrofílicas e fenólicas, 

respectivamente (JOHANSEN, 1940). 

Secções transversais e paradérmicas foram realizadas manualmente, com auxílio de lâmina de 

barbear. Em seguida, as secções foram clarificadas em solução aquosa de hipoclorito de sódio 

50%, coradas com azul de astra e safranina 1% (GERLACH, 1984), desidratadas em série etílica 

e aceto-butílica (KRAUS; ARDUIN, 1997) e montadas em bálsamo do Canadá. 

Amostras desidratadas em série de álcool butílico terciário foram incluídas em parafina 

(JOHANSEN, 1940) e seccionadas transversal e longitudinalmente em micrótomo rotativo. As 

secções, com 12-16 µm, foram coradas com safranina e azul de astra (GERLACH, 1984) e 

montadas em resina sintética Permount. 

O material fresco foi seccionado e submetido aos testes histoquímicos listados na Tabela 1. 

As fotomicrografias foram obtidas através de câmera digital Canon acoplada ao microscópio 

modelo Axiolab Zeiss. 

RESULTADOS 

A epiderme do limbo foliar, em vista frontal, consiste de células heterodimensionais, com paredes 

anticlinais sinuosas em ambas as faces (Figura 1a), exceto nas regiões das nervuras, nas quais 

as células epidérmicas são alongadas, com paredes anticlinais retas a levemente sinuosas. 

Numerosos idioblastos contendo drusas de oxalato de cálcio foram identificados na epiderme 

de ambas as faces do limbo. 

As folhas são hipoestomáticas, sendo os estômatos do tipo paracítico (Figura 1b), distribuídos 

aleatoriamente no limbo foliar. A cutícula é lisa, com depósitos de cera epicuticular laminar 

(Figura 1c). Tricomas tectores bicelulares de ápice afilado foram observados especialmente na 

região da nervura central (Figura 1d). 

O limbo foliar, em secção transversal, apresenta epiderme unisseriada, revestida por cutícula 

delgada. Os estômatos encontram-se no mesmo nível das demais células epidérmicas. O 

mesofilo é dorsiventral, constituído por um estrato de parênquima paliçádico com conteúdo 

fenólico e de quatro a seis estratos de células braciformes que formam o parênquima lacunoso. 

Entre esses dois parênquimas estão alguns idioblastos com conteúdo lipídico. Feixes vasculares


colaterais envoltos por bainha esclerenquimática ocorrem ao longo do mesofilo (Figura 2a). 

Fibras filiformes e numerosos esclereídes encontram-se dispersos no mesofilo, ambos exibindo 

paredes espessas e lignificadas. Os esclereídes, ramificados e não ramificados, exibem diversas 

formas e tamanhos, muitas vezes chegando a alcançar ambas as faces da folha (Figura 2b). 

A margem foliar mostra formato terminal afunilado (Figura 2c). As células do parênquima 

fundamental da região marginal possuem contorno arredondado e conteúdo fenólico. 

Em secção transversal, a nervura central apresenta-se ligeiramente côncava convexa (Figura 

2d-e). O sistema vascular desta região é constituído por feixes colaterais organizados em forma 

de anel, envolto por uma bainha de fibras lignificadas. Idioblastos com conteúdo fenólico foram 

evidenciados no parênquima fundamental da nervura central. 

a 

b 

20µm 20µm 

c 

d 

15µm 45µm 

Figura 1a-d: Lâmina foliar de Guatteria scandens. a) Face adaxial: células epidérmicas de paredes sinuosas; 

b) Face abaxial: presença de estômatos paracíticos; c-d) (MEV): c) Face adaxial com cera epicuticular; d) Face 

abaxial e detalhe do estômato. Est = estômato, Tc = tricoma. Imagens: Thália Gama.


O pecíolo, em secção transversal, exibe contorno circular, epiderme unisseriada, parênquima 

fundamental e cinco feixes vasculares colaterais. Grãos de amido foram identificados em células 

parenquimáticas do córtex e da medula. Braquiesclereides e idioblastos contendo drusas de 

oxalato de cálcio foram observados em meio ao parênquima fundamental. 

A maceração das folhas permitiu o isolamento de fibras filiformes, traqueídes do tipo 

escalariforme com placas de perfuração simples, e esclereídes não ramificados e ramificados 

com terminações bifurcadas (Figura 2f). Em secção longitudinal, também foram observados 

traqueídes (Figura 2g-h). 

Os testes histoquímicos identificados confirmaram a presença de cristais de oxalato de cálcio na 

epiderme, bem como a presença de compostos fenólicos no parênquima paliçádico e córtex do 

pecíolo (Figura 3a-b), além de grãos de amido no córtex (Figura 3c). O floroglucinol identificou a 

presença de lignina, nos esclereides, fibras e xilema (Figura 3d). O teste para lipídios totais 

evidenciou a presença desse grupo de metabólitos secundários no mesofilo (Figura 3e-f). 

Tabela 1. Testes microquímicos utilizados na caracterização do sistema secretor da folha de Guatteria scandens. 

Grupos de metabólitos Teste Resultado 

Lipídios Lipídios totais Sudan Black B (PEARSE, 1985) + 

Compostos fenólicos Compostos fenólicos gerais SFF (JOHANSEN, 1940) + 

Lignina Floroglucinol (JOHANSEN, 1940) + 

Glicídios Amido Lugol (JOHANSEN, 1940) + 

Pectinas Vermelho de Rutênio (JOHANSEN, 1940) - 

Cristais Oxalato de cálcio Ácido clorídrico + Ácido acético 

(CHAMBERLAIN, 1938) + 

DISCUSSÃO 

A ocorrência de paredes sinuosas em G. scandens corrobora os resultados encontrados 

por Justos et al. (2005) para a espécie Xylopia brasiliensis Spreng., e Almeida et al. (2009) 

para X. benthamii R. E. Fr. Solereder (1908) cita que a sinuosidade das paredes anticlinais é 

um caráter taxonômico importante na separação das espécies de Annonaceae. 

A presença de cristais de oxalato de cálcio, especialmente sob a forma de drusas, é uma 

característica comumente encontrada na epiderme foliar de diversas espécies de Annonaceae 

(METCALFE; CHALK, 1950), como registrado em Polyalthia simiarum (Buch.-Ham. ex Hook. f. & 

Thomson) Benth. e Miliusa tomentosa (Roxb.) J. Sinclair (PATEL, 1971); Goniothalamus


a 

b 

50µm 

50µm 

c 

d 

60µm 

200µm 

e 

f 

50µm 50µm 

g 

h 

150µm 150µm 

Figura 2a-h. Guatteria scandens. Em secção transversal (a-h): a) Vista geral do mesofilo; b) Detalhe dos esclereídes; 

c) Margem; d) Pecíolo, identificando braquiesclereídes e feixes vasculares; e) Pecíolo, identificando braquiesclereídes 

e drusas de oxalato de cálcio, detalhe das drusas; f) Maceração identificando o esclereíde ramificado. Em secção 

longitudinal (g-h): g) Emaranhado de esclereídes; h) Detalhe dos traqueídes. Imagens: Thália Gama.


a 

b 

50µm 60µm 

c 

d 

200µm 

200µm 

e 

f 

50µm 

20µm 

Figura 3a-f. Testes histoquímicos em Guatteria scandens. a-b) Compostos fenólicos na região da nervura central 

e margem; c) Grãos de amido na região do pecíolo; d) Nervura central identificando lignina; e) Idioblasto 

contendo lipídio na região do mesofilo; f) Detalhe do idioblasto. Imagens: Thália Gama.


macrophyllus Hook. f. & Thomson, G. andersonii J. Sinclair e G. malayanus Hook. f. & Thomson 

(BLUNDEN; AYE KYI; JEWERS, 1974). Estes cristais podem exercer diferentes funções, que em 

geral estão relacionadas à proteção contra herbivoria e regulação dos níveis de cálcio ou oxalato 

no metabolismo da planta. 

Metcalfe e Chalk (1950) citam que as fibras e células esclerenquimatosas se encontram em 

todas as regiões da folha, sendo que eles afirmam que na região do mesofilo as fibras estão 

dispostas paralelamente à epiderme da folha em alguns gêneros, dentre estes Guatteria. Estas 

características foram evidenciadas em G. scandens, entre as células epidérmicas e os 

parênquimas. 

Em relação aos esclereídes presentes neste trabalho, foram encontrados três tipos: 

braquiesclereídes, esclereídes não ramificados e ramificados. Apenas o ramificado foi citado 

por Metcalf e Chalk (1950) como células esclerenquimatosas ramificadas. 

CONCLUSÃO 

A anatomia de G. scandens contém caracteres comuns à família, entretanto apresenta 

peculiaridades específicas ao taxa, entre as quais citamos: presença de fibras, esclereídes 

ramificados, idioblastos cristalíferos de oxalato de cálcio e compostos fenólicos, respondendo 

assim os questionamentos propostos neste trabalho, além de fornecer informações inéditas 

sobre a organização estrutural e histoquímica da espécie. 

REFERÊNCIAS 

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SOLEREDER, H. Systematic anatomy of the dicotyledons. Oxford: Clarendon Press, 1908.

Anatomia caulinar, foliar e quantificação sazonal das 

glândulas secretoras da lâmina foliar de duas espécies de 

Peperomia Ruiz & Pav. (Piperaceae): um estudo por 

Microscopia Eletrônica de Varredura (MEV) 

Rolf Junior Ferreira Silva 

INTRODUÇÃO 

A Amazônia é detentora de inúmeras espécies (nativas e aclimatadas) com potencial econômico, 

em especial as medicinais e aromáticas, e, mesmo assim, configura-se, ainda, como uma região 

em desigualdade científica, tecnológica e econômica em relação às demais, principalmente as 

regiões Sul e Sudeste do Brasil. Há a necessidade de segurança na identificação botânica das 

espécies, do controle de qualidade de produtos e insumos farmacêuticos delas oriundos, de 

identificar e inventariar estruturas secretoras que atuem como sítios de síntese de biocompostos 

farmacologicamente ativos, para o melhor aproveitamento biotecnológico das mesmas, bem 

como de assegurar a saúde de quem as utiliza, seja como medicamento, seja como alimento. 

Após amplo levantamento na Amazônia, Maia et al. (1987) constataram que das quase 280 espécies 

de plantas medicinais produtoras de óleos essenciais, 60% pertencem às Piperaceae que é 

considerada uma família de reputada importância econômica, cujos representantes são de interesse 

medicinal, culinário e ornamental (BARROSO, 1978; JOLY, 1984; PIO CORRÊA, 1984). 

Piperaceae atualmente encontra-se incluída na ordem Piperales, o clado mais basal entre as 

magnoliídeas (APG III, 2009). Compreende cerca de 2.500 espécies em cinco gêneros (Piper L., 

Peperomia Ruiz & Pav., Sarcorhachis Trel., Zippelia Blume e Macropiper (Miq.) Dahlst.), com 

táxons amplamente distribuídos e outros endêmicos (TEBBS, 1989a; JARAMILLO; MANOS, 

2001). Sua distribuição é pantropical, com maior número de espécies ocorrendo na região 

neotropical, sendo as Américas Central e do Sul os principais centros de diversidade da família 

(YUNCKER, 1958; HEYWOOD, 1979; JARAMILLO; MANOS, 2001). No Brasil, estão representadas 

por cerca de 700 espécies, pertencentes a três gêneros (Piper, Peperomia e Sarcorhachis) 

amplamente distribuídas no território nacional (YUNCKER, 1972, 1973; TEBBS, 1989b). 

Peperomia corresponde ao gênero com a segunda maior representatividade em número de 

espécies, aproximadamente 600 (YUNCKER, 1974). Grande parte destas espécies possui valor 

econômico indiscutível como ornamentais e, principalmente, como medicinais, devido à


produção de óleos essenciais. Embora plantas deste gênero sejam relativamente bem estudadas 

sob os aspectos fitoquímicos e farmacológicos, trabalhos anatômicos e que relacionem a 

quantidade de estruturas secretoras com o período sazonal são ainda escassos. 

Do ponto de vista taxonômico, Peperomia está bem estudado no Brasil, destacando-se os 

trabalhos de Yuncker (1974), Guimarães, Ichaso e Costa (1984), Guimarães (1994a, 1994b, 

1997, 1999). Mesmo assim, a grande semelhança morfológica entre as espécies deste gênero 

contribui para problemas de identificação, troca e até mesmo falsificação quando as espécies 

coletadas são comercializadas como medicinais. Segundo Guimarães (comunicação pessoal), 

tal problema é bastante crítico em Piperaceae da Amazônia, dada a diversidade de ecotipos 

que apresentam entre e dentre os ecossistemas que compõem a região, a exemplo de P. 

circinnata Link, encontrada nos troncos e ramos da mangueira (Mangifera indica L.) e, por 

isso, chamada de “carrapatinho-da-mangueira”, e P. pellucida (L.) Kunth, vernaculamente 

denominada de “erva- ou comida-de-jabuti”, que são comercializadas em feiras livres e 

ervanários sob a forma de garrafadas, desidratados ou in natura para o uso medicinal e 

banhos aromáticos. 

Solereder (1908) e Metcalfe e Chalk (1950) relataram como relevantes para a diagnose dos 

órgãos vegetativos aéreos de Peperomia a ocorrência de tricomas tectores, glandulares e 

glândulas peroladas com conteúdo oleífero, cristais de oxalato de cálcio nas formas de drusas 

e prismas, vascularização colateral com feixes dispersos e folhas sempre hipoestomáticas com 

mesofilo dorsiventral. Todas as descrições dos autores foram baseadas em espécies da América 

do Norte e Europa, não havendo citações sobre espécies da Américas Central e do Sul, 

negligenciando, assim, outras possíveis características diagnósticas. 

Os princípios ativos encontrados nas plantas medicinais ocorrem em estruturas secretoras 

especializadas, cuja frequência e quantidade de substâncias produzidas podem estar 

relacionadas a fatores ambientais, que são úteis como no diagnóstico para confirmar ou não a 

autenticidade do material vegetal (CUTLER, 1978; FAHN, 1979; SVOBODA; HAMPSON; HUNTER, 

1998/1999; OLIVEIRA; AKISUE; AKISUE, 1998). Ademais, tais estruturas constituem os sítios de 

síntese e/ou acúmulo de princípios ativos largamente utilizados pelas indústrias química e 

farmacêutica (MAUSETH, 1988; EVERT, 2006). 

Pesquisas com plantas medicinais tornam-se cada vez mais necessárias e relevantes. Segundo 

a Organização Mundial da Saúde (OMS), 80% da população mundial depende da medicina 

tradicional para atender às suas necessidades de cuidados primários à saúde, sendo o uso de 

plantas medicinais, drogas vegetais, extratos e princípios ativos delas obtidos a base desta 

medicina (WHO, 1992). Entretanto, como o uso indiscriminado de plantas medicinais sem 

qualquer suporte técnico/científico pode acarretar resultados desastrosos à saúde humana,


torna-se imprescindível e estratégica a realização de pesquisas que garantam à população o 

acesso à matéria-prima vegetal (planta medicinal in natura, droga vegetal ou derivado de droga 

vegetal) e a medicamentos fitoterápicos de qualidade, seguros e eficazes. 

Peperomia circinnata e P. pellucida são espécies medicinais e aromáticas de valor econômico 

na região amazônica, pois possuem potencial terapêutico para tornarem-se medicamentos 

fitoterápicos. Como não há dados histológicos que auxiliem na identificação científica das 

mesmas, considerados um dos pré-requisitos básicos para obtenção de registro de produto 

fitoterápico (AGÊNCIA..., 2010), tornam-se imprescindíveis estudos anatômicos que visem 

contribuir não apenas com a identificação e controle de qualidade da matéria-prima vegetal 

oriunda destas espécies, como também com os processos de coleta. Neste contexto, este trabalho 

objetivou descrever a estrutura anatômica caulinar e foliar, e quantificar as glândulas secretoras 

da lâmina foliar de P. circinnata e P. pellucida nos períodos chuvoso e de estiagem. 


O material botânico foi coletado na cidade de Belém, Pará, Brasil, em junho e julho de 2006 

(período de estiagem) e em dezembro de 2006 e janeiro de 2007 (período chuvoso). 

Foram estudados cinco indivíduos férteis e sadios de P. circinnata e de P. pellucida para ambos 

os períodos sazonais considerados. A identificação destes taxa foi realizada por comparação 

com exsicatas do Herbário João Murça Pires (MG), pertencente ao Museu Paraense Emílio Goeldi 

(MPEG), e auxílio de literatura específica. O material testemunho foi incorporado ao acervo do 

Herbário MG, com números de registros: MG 184.923 (P. pellucida) e MG 184.924 (P. circinnata). 

Para o exame em microscópio eletrônico de varredura (MEV) e microanálises espectroscópicas 

de raios-X por dispersão de energia (EDS em sigla inglesa), amostras retiradas ao longo da lâmina 

(nervura central, margem e região entre nervura central e margem) e do pecíolo (regiões proximal, 

distal e mediana) de folhas adultas totalmente expandidas do 4º nó, assim como da região mediana 

de caules do 4º entrenó foram fixadas em F.A.A. 70 

(formaldeído PA, ácido acético PA e álcool 

etílico 70%, 1:1:18 v/v) por 24 horas (JOHANSEN, 1940), sob vácuo, lavadas e conservadas em 

álcool etílico 70%. Posteriormente, foram desidratadas em série etílica crescente, secas em aparelho 

de ponto crítico de CO 2 

, montadas em suportes metálicos (stubs) através de fita de carbono dupla 

face e metalizadas com camada de ouro de 20 nm de espessura, por 150 segundos em corrente 

de 25 mA. As eletromicrografias de varredura foram obtidas por captura em microscópio Leo 

(modelo 1450 VP), que opera com Software Leo, utilizando-se detector de elétrons secundários 

(ES), aceleração eletrônica de 25 kV, distância de trabalho de 15 mm e alto vácuo.


Para as microanálises por EDS, amostras das regiões citadas acima foram posteriormente à 

lavagem com álcool etílico 70%, tratadas com ácido acético 5% por 24 horas para remover 

possíveis sais de fosfato e carbonato (LERSTEN; HORNER, 2011), seguindo-se os procedimentos 

já descritos nas observações em MEV. As microanálises, realizadas tanto nos cristais como em 

células sem inclusões minerais (controle) amostradas aleatoriamente, foram feitas com detector 

de raios-X Gresham de Si(Li) (modelo Sirius 10/7.5, com resolução de 133 eV e janela Be, 

processador de sinal digital Q-500 e software próprio IXRF) acoplado ao mesmo MEV e nas 

mesmas condições de operacionalidade para a captura das eletromicrografias. Foram 

considerados significativos os picos de absorbância (Pa), que indicavam concentração elementar 

relativa ≥ 0,5% e intervalo de erro 0-1. 

Para a quantificação das estruturas secretoras da lâmina foliar foram avaliadas cinco folhas 

adultas totalmente expandidas do 4º nó, por indivíduo de cada espécie e para os dois períodos 

sazonais. Foram analisados 10 campos foliares de 0,021 mm 2 , considerando-se as faces adaxial 

e abaxial das regiões da nervura central, margem e região entre nervura central e margem 

retiradas do ápice, meio e base da lâmina foliar, totalizando 180 campos observacionais por 

lâmina foliar. A contagem das estruturas secretoras foi feita no mesmo MEV, com aumento de 

695X estabelecido como padrão. Os dados obtidos foram submetidos à análise estatística. As 

diferenças entre as médias foram determinadas pelo teste t a 5% de probabilidade. O programa 

estatístico utilizado foi o SYSTAT versão 7.0.1 para Windows. 


As faces adaxial e abaxial da superfície foliar da lâmina foliar das duas espécies de Peperomia 

estudadas encontram-se revestidas por cutícula ornamentada (Figura 1a-f). Em P. circinnata, a 

cutícula é espessa e possui estriações conspícuas que formam arranjo reticulado ao nível das 

paredes periclinais e dispõem-se paralelamente ao nível das paredes anticlinais. Sobre esta cutícula 

há um depósito contínuo de cera epicuticular em placa paralela à superfície (Figura 1a-e). Em 

P. pellucida, a cutícula é tênue e enrugada (Figura 1f). 

A morfologia da cera epicuticular constitui uma característica adicional útil ao diagnóstico 

taxonômico, pois permanece constante independente de mudanças da morfologia foliar 

(METCALFE; CHALK, 1979). 

Densas coberturas de cera, dentre outros fatores, conferem resistência à difusão do vapor d’água 

do mesofilo para o ambiente externo, atuando de forma efetiva no controle da transpiração 

exercida pela cutícula (GATES, 1968). Contrapondo o autor, Esau (1974) e Cutter (2002)


a 

b 

20µm 10µm 

c 

d 

10µm 10µm 

e 

f 

15µm 50µm 

Figura 1a-f. Eletromicrografias de varredura da superfície da lâmina foliar de Peperomia Ruiz & Pav. (Piperaceae), 

evidenciando ornamentação cuticular. a-e): P. circinnata: a) Vista geral da face adaxial, mostrando cutícula 

estriada; b) Detalhe das estriações cuticulares, face adaxial; c) Vista geral da face abaxial, mostrando cutícula 

estriada; d) Detalhe das estriações cuticulares, face abaxial; e) Detalhe da cera epicuticular, face abaxial. 

f) P. pellucida, vista geral da face adaxial, mostrando cutícula enrugada. Cera epicuticular (Cep).


assinalaram que os depósitos de cera epicuticular parecem não desempenhar papel importante 

na redução da transpiração, mas afetam o grau de umidade da superfície. Para Rentschler (1974), 

coberturas de cera sobre os estômatos diminuem drasticamente a perda d’água pelas folhas. 

Desta maneira, a cera epicuticular verificada sobre a superfície foliar de P. circinnata pode estar 

relacionada com a resistência à transpiração e desidratação foliares. 

Metcalfe e Chalk (1979) verificaram que cutícula estriada ocorre na maioria das espécies de 

ambiente xérico ou em folhas de sol, e cutícula lisa ocorre nas espécies mesófitas, hidrófitas ou 

em folhas de sombra. No entanto, Vieira e Gomes (1995), ao estudarem a superfície foliar de 

quatro espécies de Psychotria L. (Rubiaceae), encontraram cutícula lisa e estriada em folhas de 

sombra; e Mantovani et al. (1995) observaram estriações na cutícula foliar de duas espécies de 

Rudgea Salisb. (Rubiaceae) provenientes de ambiente mesofítico. O exposto nos leva a inferir 

que os fatores ambientais podem ou não influenciar os padrões de ornamentação cuticular, 

considerados por Stace (1965) como de valor adicional à anatomia taxonômica. 

Os apêndices epidérmicos ocorrem em ambas as faces da lâmina foliar das duas espécies. 

A presença de glândulas secretoras e tricomas tectores foram restritos a P. circinnata (Figura 

2a-f). As glândulas são sésseis e unicelulares, situadas em nível subepidérmico e 

circunscritas por cinco a seis células dispostas em roseta (Figura 2a, d). Os tricomas são 

filiformes e pluricelulares, suspensos sobre a epiderme por uma célula basal globosa (Figura 

2b, c, e, f). 

Glândulas e tricomas tectores com morfologia semelhante aos aqui descritos foram citados 

por Takemori, Bona e Alquini (2003) e Souza, Moscheta e Oliveira (2004) para outras espécies 

de Peperomia e de Ottonia e Piper, respectivamente, e constituem características universais de 

Piperaceae (METCALFE; CHALK, 1950). 

Foram observados estômatos tetracítico e ciclocítico em P. circinnata (Figura 3a-b) e anomocítico 

em P. pellucida (Figura 3c). Takemori, Bona e Alquini (2003) comentaram que é difícil classificar 

os tipos de estômato em Peperomia com base apenas na morfologia, o que fica claro quando 

se analisam descrições anatômicas foliares deste gênero, que apenas citam o aspecto das células 

subsidiárias, e.g. Kaul (1977) e Sachs e Novoplansky (1993). Todavia, os tipos de estômato 

classificados aos taxa de Peperomia aqui analisados corroboram com as citações feitas por 

Metcalfe e Chalk (1979) para as Piperaceae. 

A epiderme em secção transversal das faces adaxial e abaxial da lâmina foliar de P. pellucida é 

uniestratificada (Figura 4a). Em P. circinnata, apenas a da face abaxial apresenta esta organização, 

pois na face adaxial é múltipla e disposta em colunas celulares perpendiculares à superfície 

(Figura 4c).


a 

b 

50µm 100µm 

c 

d 

30µm 20µm 

e 

f 

25µm 15µm 

Figura 2a-f. Eletromicrografias de varredura da superfície da lâmina foliar de Peperomia Ruiz & Pav. (Piperaceae), 

evidenciando apêndices epidérmicos. a) P. pellucida, vista geral da face abaxial. b-f) P. circinnata: b) Vista geral 

da face adaxial; c) Vista geral da face abaxial; d) Detalhe da glândula secretora, face abaxial. e-f) Tricoma 

tector, face adaxial: e) Em vista geral; f) Detalhe da região basal. Glândula secretora (seta).


A epiderme múltipla de Peperomia é comumente chamada de hipoderme em trabalhos 

clássicos de anatomia vegetal, e.g. Yuncker e Gray (1934), Metcalfe e Chalk (1950) e Gausman, 

Escobar e Knipling (1979). Segundo Fahn (1990), hipoderme é o tecido situado internamente 

à epiderme, sendo formada por um ou mais estratos celulares estruturalmente diferenciados 

da epiderme. Stricto sensu, refere-se a estratos de tecido que apresentam outra origem que 

não protodérmica. Como nas folhas de espécies de Peperomia o tecido em questão teve a 

origem protodérmica ontogeneticamente confirmada por Kaul (1977), a denominação de 

hipoderme é errônea, e grande parte dos autores atuais o chama de epiderme múltipla 

verdadeira, a citar: Esau (1985), Mauseth (1988), Gibeaut e Thomson (1989a, 1989b) e Raven, 

Evert e Eichhorn (2007). 

a 

b 

15µm 

10µm 

c 

15µm 

Figura 3a-c. Eletromicrografias de varredura da face abaxial da superfície da lâmina foliar de Peperomia Ruiz 

& Pav. (Piperaceae), destacando estômatos. a-b) P. circinnata: a) Estômato tetracítico; b) Estômato ciclocítico. 

c) P. pellucida, mostrando estômato anomocítico.


Takemori, Bona e Alquini (2003) citaram que a epiderme múltipla de Peperomia atua auxiliando 

a fotossíntese, pois proporciona água ao tecido fotossintético em períodos de seca, além de 

agir como filtro de luz, regulando a intensidade luminosa através de sua espessura. 

O mesofilo em secção transversal dos dois taxa analisados possui clorênquima indiferenciado 

em paliçádico e lacunoso (Figura 4a-b). O clorênquima ocupa toda extensão da lâmina foliar 

em P. pellucida e está restrito à face abaxial em P. circinnata (Figura 4a, c, d). 

Cutler (1978) citou que o mesofilo, independente da diferenciação, pode ser utilizado como 

um critério a mais na identificação de espécies, pois as variações ambientais não alteram os 

arranjos celulares por estarem rigidamente controlados pelo genoma. Sabe-se, entretanto, que 

a 

b 

40µm 150µm 

c 

d 

150µm 25µm 

Figura 4a-d. Eletromicrografias de varredura de secções transversais da lâmina foliar de Peperomia Ruiz & Pav. 

(Piperaceae). a-b) P. pellucida: a) Mesofilo em vista geral; b) Nervura central em vista geral. c-d) P. circinnata, 

mesofilo: c) Mesofilo em vista geral, notar epiderme múltipla; d) Detalhe do clorênquima. Amido (Am); Epiderme 

abaxial (Eab); Epiderme adaxial (Ead); Epiderme múltipla (Em); Mesofilo (Ms); Sistema vascular (Sv); Drusas de 

oxalato de cálcio (setas).


a quantidade de tecido fundamental do mesofilo, a altura do parênquima paliçádico e a 

compactação do lacunoso não são úteis para fins de diagnóstico, uma vez que sofrem influências 

de fatores como intensidade luminosa, disponibilidade de água do solo, umidade atmosférica 

e posição da folha na planta (ESAU, 1974; RAVEN; EVERT; EICHHORN, 2007). 

A nervura central em secção transversal de P. pellucida é côncava na face adaxial e retilineiforme 

na face abaxial, com sistema vascular inconspícuo (Figura 4b). Em P. circinnata, as regiões de 

nervura apresentam estrutura igual ao do mesofilo, pois as folhas são carnosas e possuem 

elevado grau de suculência. 

O pecíolo possui secção transversal elíptica em P. circinnata (Figura 5a) e semicircular ou 

arciforme com duas expansões voltadas à face abaxial em P. pellucida (Figura 5c). Nas duas 

espécies, o revestimento consiste de células epidérmicas heterodimensionais com aspecto 

variado e o preenchimento é unicamente parenquimático, no qual ocorrem três feixes vasculares 

colaterais envoltos por bainha parenquimática e dispostos em semicírculo (Figura 5b, d). 

Metcalfe e Chalk (1950) e Takemori (2002), ao estudarem P. langsdorfii Miq. e P. hispidula A. 

Dietr., P. emarginella (Sw.) C.DC., P. quadrifolia (L.) Kunth e P. rotundifolia (L.), respectivamente, 

descreveram vascularização peciolar com organização semelhante ao de P. circinnata e P. 

pellucida, sem citar a presença de bainha. 

A anatomia do pecíolo e nervura central representa um caractere útil à identificação e separação 

de taxa pertencentes ao mesmo gênero, conforme verificado em trabalhos de Mantovani et al. 

(1995), Bieras e Sajo (2004) e Silva e Potiguara (2008), ratificando a relevância destas estruturas 

ao diagnóstico das duas espécies analisadas de Peperomia. 

O caule possui secção transversal circular nas duas espécies de Peperomia, com ligeira 

sinuosidade em P. circinnata e duas expansões voltadas à face abaxial em P. pellucida (Figura 

6a, c). Em ambas as espécies, a epiderme é formada por células com aspecto elíptico, geralmente 

isodiamétricas e revestidas por delgada camada cuticular lisa em P. pellucida (Figura 6d), e 

heterodimensionais, revestidas por espessa camada cuticular lisa de lamelação conspícua, sobre 

a qual ocorre cera epicuticular em placa paralela e contínua ao tecido em P. circinnata (Figura 

6b). Segundo Esau (1974), a espessura cuticular depende das condições ambientais e a 

lamelação resulta do crescimento aposicional desta substância graxa. 

O preenchimento caulinar das duas espécies é predominantemente parenquimático, no qual 

ocorrem feixes vasculares colaterais envoltos por bainha parenquimática, não havendo distinção 

em regiões cortical e medular (Figura 6a, c; Figura 7c). Os feixes são em número de sete, sendo 

cinco dispostos circularmente e dois centrais em P. pellucida (Figura 7a) e em número de oito, 

dispersos principalmente no centro do caule em P. circinnata (Figura 7b).


a 

b 

150µm 

10µm 

c 

d 

230µm 25µm 

Figura 5a-d. Eletromicrografias de varredura de secções transversais do pecíolo de Peperomia Ruiz & Pav. 

(Piperaceae). a-b) P. circinnata: a) Estrutura em vista geral; b) Detalhe da epiderme. c-d) P. pellucida: c) Estrutura 

em vista geral; d) Detalhe da epiderme. Feixes vasculares colaterais (setas). 

O sistema vascular caulinar das Piperaceae tem despertado a atenção dos pesquisadores por apresentar 

organização semelhante ao das Monocotiledôneas, havendo a hipótese de que as Piperaceae 

representam um grupo de transição entre Monocotiledôneas e Eudicotiledôneas, pois ambos os grupos 

originaram-se de um tronco comum (CRONQUIST, 1981; DAHLGREN; CLIFFORD, 1982). A organização 

vascular descrita acima para o caule de P. circinnata e P. pellucida reforça tal colocação. 

Amiloplastos e idioblastos cristalíferos foram observados (Figura 8a-d). Os amiloplasto possuem 

grãos de amido simples e ocorrem apenas no clorênquima mesofiliano de P. circinnata (Figura 

8a). Os idioblastos com drusas e prismas, isolados e conjugados, ocorrem, respectivamente, no 

clorênquima mesofiliano de P. circinnata (Figura 8b-c) e parênquima de preenchimento peciolar 

de P. pellucida (Figura 8d).


a 

b 

250µm 5µm 

c 

d 

450µm 

40µm 

Figura 6a-d. Eletromicrografias de varredura de secções transversais do caule de Peperomia Ruiz & Pav. 

(Piperaceae). a-b) P. circinnata: a) Órgão em vista geral; b) Detalhe da célula epidérmica, notar lamelação 

cuticular. c-d) P. pellucida: c) Órgão em vista geral; d) Detalhe da epiderme. Epiderme (Ep); Cera epicuticular 

(Cep); Cutícula (Ct). 

As microanálises por EDS revelaram elevados Pa de carbono (C), oxigênio (O) e cálcio (Ca) 

nos cristais, e apenas elevado Pa de C e baixo Pa de O nas células sem cristais (Figura 9a-c), 

confirmando que os Pa de Ca foram oriundos apenas dos cristais, e os Pa de C e O resultaram 

tanto dos cristais como de células sem cristais. Resultados semelhantes foram verificados 

por Lersten e Horner (2011) para espécies de Rubiaceae, e por He et al. (2012) para Acacia 

robeorum Maslin (Leguminosae: Mimosoideae), caracterizando o padrão espectral obtido 

como de oxalato de cálcio. 

Para Metcalfe e Chalk (1983), os tipos e padrão de distribuição dos cristais são suficientemente 

estáveis para fins de diagnóstico. Evidência que é reforçada pelas análises bromatológicas e


a 

b 

220µm 100µm 

c 

25µm 

Figura 7a-c. Eletromicrografias de varredura de secções transversais do caule de Peperomia Ruiz & Pav. 

(Piperaceae), evidenciando a vascularização. a) P. pellucida, detalhe da disposição dos feixes vasculares no 

órgão. b-c) P. circinnata: b) Detalhe da disposição dos feixes vasculares no órgão; c) Detalhe do feixe vascular 

colateral. Bainha parenquimática (Bp); Floema (Fl); Xilema (Xl). 

farmacognósticas/farmacobotânicas que se valem das características cristalíferas para verificar 

a autenticidade de plantas medicinais, alimentícias e drogas vegetais. 

Franceschi e Nakata (2005) citaram inúmeras funções aos cristais em plantas, entre as principais 

estão o balanço iônico celular, defesa contra herbivoria, suporte mecânico e detoxificação do 

ácido oxálico, alumínio e metais pesados. Para Peperomia, Horner (2012) sugeriu a função de 

capitação e reflexão da luz em direção ao clorênquima foliar para otimizar a fotossíntese.


a 

b 

10µm 5µm 

c 

d 

5µm 5µm 

Figura 8a-d. Eletromicrografias de varredura de secções transversais foliares de Peperomia Ruiz & Pav. 

(Piperaceae), evidenciando inclusões celulares. a-c) P. circinnata, clorênquima mesofiliano: a) Amiloplastos com 

grãos de amido simples; b-c) Drusas em vista geral (b) e detalhe (c). d) P. pellucida, cristais prismáticos isolados 

e conjugados no parênquima de preenchimento peciolar. 

A análise estatística indicou diferenças significativas na quantidade de glândulas secretoras da lâmina 

foliar em P. circinnata e P. pellucida, para os dois períodos sazonais considerados (Tabela 1). 

Verificou-se que houve aumento no número de glândulas secretoras da lâmina foliar durante 

o período chuvoso em relação ao de estiagem, revelando significância ao nível de 5% de 

probabilidade pelo teste t. 

A quantidade de apêndices epidérmicos como tricomas, estômatos e estruturas secretoras é 

influenciada pelas condições ecofisiológicas em que o vegetal encontra-se (CUTLER, 1978). 

P. circinnata e P. pellucida, quando coletadas no período de estiagem, apresentavam folhas e caule


a b c 

Figura 9a-c. Espectros das microanálises por EDS realizadas nas drusas (a), cristais prismáticos (b) e células 

sem inclusões cristalinas (c). a-b correspondem a espectros padrões para oxalato de cálcio. 

menos esverdeados em comparação com os do período chuvoso. Durante a estiagem, as espécies 

provavelmente reduziram o metabolismo a níveis basais e, por conseguinte, a produção de óleos 

essenciais, havendo assim a necessidade de menos glândulas para sintetizá-los e exsudá-los. 

Silva, Rocha Neto e Figueiredo (2001) e Bergo, Mendonça e Silva (2005) comentaram que o 

maior rendimento de óleo essencial de Piper hispidinervum C. DC., ocorrido durante o período 

chuvoso, foi devido ao aumento do número de glândulas oleíferas, o que pode ser verdadeiro 

para as duas espécies de Peperomia analisadas, não descartando a necessidade de estudos 

fitoquímicos posteriores que quantifiquem os óleos essenciais destas espécies nos mesmos 

períodos sazonais aqui considerados. 

Tabela 1. Análise de variância para avaliar a quantidade de glândulas secretoras da lâmina foliar em Peperomia 

circinnata Link e P. pellucida (L.) Kunth, nos períodos chuvoso e de estiagem. 

TRATAMENTOS Pc Pp 

P CH 

2,069 a 44,645 a 

P ES 

1,341 b 24,194 b 

Dunn-sidak Adjusted 0,002 0,000 

a e b significativo ao nível de 5 % pelo teste t 

P CH 

: período chuvoso; P : período de estiagem; Pc: P. circinnata; Pp: P. pellucida. 

ES


CONCLUSÕES 

O estudo da estrutura anatômica caulinar e foliar de P. circinnata e P. pellucida revelou a presença 

de características conservativas e distintivas entre as espécies. As características conservativas 

permitiram apenas a delimitação taxonômica geral das espécies e as distintivas foram relevantes 

ao diagnóstico preciso de cada táxon. 

No que diz respeito à quantificação das glândulas da lâmina foliar, sugere-se que a exploração 

comercial seja feita durante o período chuvoso, para que haja maior rendimento na obtenção 

do óleo essencial das duas espécies analisadas de Peperomia. 

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Análise morfológica dos órgãos vegetativos 

e anatomia foliar de Piper alatipetiolatum Yuncker 

(Piperaceae) 


Júlio Cézar de Morais Cerqueira 


INTRODUÇÃO 

Piper alatipetiolatum Yuncker, conhecida no Pará pela denominação popular de pau-de-angola, 

pertence à família Piperaceae. Segundo Barroso (1978), essa família possui cerca de doze gêneros, 

com 1.400 espécies, dentre as quais 460 espécies são encontradas no Brasil, cuja distribuição 

geográfica, em sua maioria, ocorre nos trópicos. 

Segundo Joly (1966) e Barroso (1978), a ordem Piperales é compreendida por três famílias: 

Saururaceae, Piperaceae e Chloranthaceae, das quais apenas a duas encontram-se representadas 

no Brasil. De acordo com Barroso (1978), Saururaceae é mais primitiva porque apresenta xilema 

constituído de vasos com pontuações escalariformes ou intermediárias nas paredes laterais. 

Morfologicamente, a família Piperaceae é constituída de plantas herbáceas ou arbustivas, raramente 

arborescentes, com células oleíferas, estames variando em número de um a dez livres, folhas simples, 

inteiras, dispostas em espiral, raramente opostas, enquanto que a família Chloranthaceae apresenta 

as mesmas características vegetativas, mudando em relação ao número de estames, que varia de 

um a três, unidos entre si, folhas opostas, simples e estipuladas (SCHULTZ, 1963). 

Segundo Yuncker (1972), a família Piperaceae foi descrita no século XVIII por Linnaeus, que lhe 

atribuiu quatro gêneros, sendo o gênero Piper descrito em 1737. Este autor informa que no 

século XIX, De Candolle foi um dos cientistas que mais se dedicou ao estudo das Piperaceae, 

tornando-se especialista nesta família. Este mesmo autor também cita que o gênero Piper L. 

está distribuído no Brasil nos estados do Amazonas, Acre, Pará, Ceará, Pernambuco, Bahia, 

Espírito Santo, Rio de Janeiro, São Paulo, Paraná e Santa Catarina. 

A família Piperaceae é representada por plantas de hábito herbáceo, trepador, arbustivo, 

raramente arbóreo. As folhas são simples, inteiras e alternas. As flores são aclamídeas, 

andrógenas ou unissexuadas, protegidas por bractéolas pediceladas ou sésseis, geralmente 

peltadas; androceu formado de 2-6 estames livres, com anteras bitecas ou unitecas, rimosas; 

ovário súpero, unilocular, uniovulado, formado de 1-5 carpelos, com 1-5 estigmas; óvulo basal,


ortótropo. O fruto é uma drupa indeiscente, carnosa, raramente com perisperma e endosperma 

escasso; o embrião é reduzido (LAWRENCE, 1920; SCHULTZ, 1963; CRONQUIST, 1968; JOLY, 

1975; BARROSO, 1978). O gênero Piper apresenta flores sésseis, com mais de um estigma em 

inflorescência opositifólia (BARROSO, 1978). 

Com relação aos aspectos químicos, trabalhos mais recentes registram para a família Piperaceae 

uma grande quantidade de espécies produtoras de óleo essencial, principalmente do gênero 

Piper, que ocorrem na Amazônia (ANDRADE; GUIMARÃES; MAIA, 2009). 

A espécie Piper nigrum L. (pimenta-do-reino) tem grande importância econômica entre as 

demais espécies da família, sendo usada como condimento, feito com os frutos triturados. 

Espécies como P. betle L., P. methysticum Forst. e P. cubeba L. também são utilizadas como 

condimento ou mastigatórias (CRONQUIST, 1968), enquanto outras são usadas como 

medicinais. De acordo com Joly (1966), a pimenta-do-reino é uma trepadeira originária da 

Ásia tropical (Java, Sumatra), onde os seus frutos, quando maduros, produzem a pimenta 

branca, enquanto que os frutos colhidos verdes, secos, produzem a pimenta preta para o 

comércio. 

A maioria dos trabalhos sobre o gênero Piper concentra-se principalmente em P. nigrum, e são, 

predominantemente, sobre o seu cultivo e produção. Quanto à anatomia dos órgãos vegetativos, 

raros são os trabalhos para o gênero e para P. alatipetiolatum Yuncker. Nenhuma referência foi 

encontrada na literatura consultada. 

Este trabalho teve como objetivo estudar a morfologia geral os órgãos vegetativos e os aspectos 

da folha em microscopia ótica e em microscopia de transmissão de P. alatipetiolatum. 


O material estudado foi coletado no município de Ananindeua, na região metropolitana de 

Belém e parte das amostras foram devidamente herborizadas e depositadas no Herbário João 

Murça Pires (MG) do Museu Paraense Emílio Goeldi, recebendo o registro MG: 174254. 

Para o estudo morfométrico e anatômico, foram analisados dois espécimes de P. alatipetiolatum. 

Para estudo anatômico, o material teve os órgãos vegetativos seccionados e fixados em F.A.A. 

70 por 24 horas. Em seguida, as secções foram mergulhadas em água até a retirada do excesso 

do fixador e conservadas em álcool 70%, para posteriormente serem submetidas às técnicas 

usuais em anatomia vegetal. Para os estudos morfométricos foram descritos e mensurados os 

órgãos raiz, caule e folha, utilizando-se paquímetro.


Para a dissociação das epidermes, a lâmina foliar foi seccionada nas regiões da base, meio, 

ápice e região entre a nervura e a margem. As regiões da nervura central e margem foram 

seccionadas apenas na região mediana. Para a dissociação das mesmas foi utilizada a mistura 

de ácido nítrico 10% aquosa, aquecido sem ferver, em chapa aquecedora; após a separação foi 

retirado o excesso de ácido em água. Foram coradas em astrablau e fucsina básica 1% (BRAGA, 

1977), e montadas entre lâmina e lamínula com glicerina (PURVIS et al. 1964 apud KRAUSS; 

ARDUIN, 1997) ou foram desidratadas em série alcoólica e acetoaldeido crescente, seguindose 

a montagem em bálsamo do Canadá. 

Para a visualização em Microscópia de Varredura, amostras da lâmina foliar foram submetidas 

à desidratação em uma série alcoólica crescente. Após esse protocolo, seguiu-se com ponto 

crítico, montagem em suportes metálicos, metalização em ouro e captura de imagens no 

microscópio eletrônico LEO modelo 1450 VP. 

A folha foi seccionada com o auxílio de lâmina de barbear e micrótomo rotativo. Para os cortes 

à mão, os mesmos foram despigmentados em solução de água destilada e hipoclorito de sódio 

2:1, realizando-se a montagem entre lâmina e lamínula em glicerina. Já para os cortes 

permanentes, seguindo-se os protocolos de Johansen (1940). 

RESULTADOS 

Descrição e medições morfométricas 

A espécie P. alatipetiolatum é um arbusto de aproximadamente 2 m de altura, com folhas 

simples inteiras (Figura 1a), peninérvea, de coloração verde-escura, dispostas alternamente no 

caule; o pecíolo é dilatado (Figura 1b), achatado na base e invaginante, côncavo no sentido 

adaxial e convexo no sentido abaxial, apresentando a base com 8-10 cm de largura e 18-20 cm 

de comprimento e o pecíolo com 1,5-2,5 cm de comprimento. 

A porção aérea é dividida em dois tipos de ramos: o primeiro vertical, apresentando nós e 

entrenós, denominado de ramo de crescimento ou ortotrópico, o segundo que origina as folhas 

e frutos, de ramo de frutificação ou plagiotrópico. O caule é cilíndrico, de coloração verde, 

áspero devido à presença de lenticelas; apresenta regiões de nós e entrenós proeminentes 

(Figura 1d-f). Dos nós do cale partem ramificações laterais que se diferenciam, pelos dados 

morfométricos obtidos (Tabela 1).


As raízes podem surgir dos nós ou das regiões dos entrenós do caule (Figura 1d, f). As 

secundárias possuem em torno de 18 cm de comprimento e 1,5 cm de diâmetro, e ocorrem 

também raízes escoras, que possuem 30 cm de comprimento e 4 cm de diâmetro (Figura 1g). 

A inflorescência é do tipo espiga e encontra-se inserida alternadamente ao longo do ramo 

(Figura 1c, e), originando-se do mesmo nó que dá origem às folhas. 

Tabela 1. Dados morfométricos obtidos para o caule e ramos de Piper alatipetiolatum. 

Regiões Caule principal (cm) Ramificações secundárias (cm) 

Diâmetro Comprimento Diâmetro Comprimento 

Ápice 07 6,5-12


a b c 

d 

g 

e 

f 

Figura 1a-g. Aspectos morfológicos de Piper alatipetiolatum. a) Hábito, ramo plagiotrópico com inflorescências 

e folhas; b) Detalhe da inserção da folha no caule; c) Detalhe da inflorescência; d) Detalhe das raízes escoras 

no caule; e-f) Origem das raízes a partir da região do nó; g) Vista geral das raízes. Barra= 2 cm. 

Em ambas as superfícies da lamina foliar, foram observados tricomas pluricelulares não glandular 

e glandular. Na superfície abaxial há maior ocorrência de tricomas pluricelulares nas regiões das 

nervuras e margem, já os glandulares, sua distribuição se restringe a apenas a superfície. Na superfície 

adaxial é mais frequente a ocorrência de tricomas não glandulares na margem. Quanto ao número 

de células, os não glandulares possuem de 2 a 5 células (Figura 3e) e os glandulares, incluindo-se a


célula que se encontra entre as células epidémicas, possui 3 (Figura 3g). Foi observada algumas 

vezes a base dos tricomas glandulares inseridos em depressões. Os tricomas são revestidos por 

cutícula e cera epicuticular, sendo que nos glandulares a cutícula é lisa e podem ser recobertos 

quase que totalmente pela cera epicuticular (Figura 3h), enquanto que os não glandulares apresentam 

cutícula estriada (Figura 3e-f). Os tricomas glandulares são totalmente adpressos, enquanto que os 

não glandulares apresentam uma leve inclinação em direção à superfície. 

A lâmina foliar, em corte transversal, apresenta uma epiderme adaxial formada de células 

maiores do que as células da epiderme abaxial (Figura 2c-d). Dependendo da altura do corte, 

pode-se encontrar anexa a esta de 1 a 4 camadas de células semelhantes a uma hipoderme 

sem conteúdo aparente, enquanto que na epiderme abaxial, geralmente 2 camadas, não foi 

observada com exatidão a sua origem. Na superfície onde encontramos estômatos na 

superfície abaxial, ocorre câmaras subestomáticas (Figura 2e). O mesofilo é dorsiventral, 

apresentando de 2 a 5 camadas de parênquima paliçádico, seguido de um lacunoso de 2 a 3 

camadas. No tecido das células anexas entre a epiderme e o mesofilo, podem-se observar 

idioblastos sem conteúdo característico, geralmente são maiores e visíveis (Figura 2c-d), 

aparentemente realizam movimentação do mesofilo a epiderme, pois na superfície observamse 

regiões rompidas ou formando contornos característicos dessas células (Figura 2c e Figura 

3i-k). Os feixes vasculares são colaterais e distribuídos por todo o mesofilo, com exceção na 

região da margem, onde são interrompidos, dando lugar ao parênquima fundamental (Figura 

2f). A margem é levemente involuta. 

Na região da nervura central, as células anexas geralmente seguem atravessando toda a nervura 

(Figura 2g-h), sendo apenas interrompidas na região mais central, por um agrupamento de células 

colenquimáticas (Figura 2h). Anexa à epiderme abaxial encontra-se o colênquima (Figura 2i). Na 

região central, observam-se três feixes vasculares do mesmo tipo encontrado no pecíolo e mesofilo. 

DISCUSSÃO 

Na folha, Metcalfe e Chalk (1950), Albiero et al. (2005, 2006) e Gogosz et al. (2012) citam 

para as espécies da família Piperaceae e do gênero Piper, algumas características anatômicas 

comuns como a dorsiventralidade, estômatos tetracítricos ou ciclocíticos, tricomas tectores e 

glandulares, entre outras, os mesmos observados neste trabalho. 

Foi observado que em P. alatipetiolatum dependendo da altura do corte, pode-se encontrar 

anexa ao tecido de revestimento de 1 a 4 camadas de células, indicadas como semelhantes a 

uma hipoderme. Takemori, Bona e Alquini (2003) estudando folhas do gênero Peperomia,


a 

b 

300µm 

100µm 

c 

d 

50µm 

50µm 

e 

f 

50µm 50µm 

g h i 

400µm 

100µm 

100µm 

Figura 2a-i. Aspectos do corte transversal da folha de Piper alatipetiolatum em microscopia de luz. a) Vista 

geral do pecíolo; b) Detalhe da região abaxial do pecíolo; c-d) Detalhe do mesofilo; e) Detalhe do estômato e 

câmara subestomática; f) Detalhe da região da margem; g) Vista geral nervura central; h) Detalhe da região 

adaxial da nervura central; i) Detalhe da região abaxial da nervura central.


a 

b 

c d e 

f g h 

i j k 

Figura 3a-k. Vista frontal da lamina foliar de Piper alatipetiolatum em eletromicrografias de varredura. a) Vista 

geral da superfície adaxial; b) Detalhe da região da nervura; c-d) Detalhe dos estômatos ciclocitícos; e) Tricoma 

não glandular; f) Detalhe da estriação da cutícula no tricoma não glandular; g) Detalhe da cutícula do tricoma 

glandular; h) Detalhe da cerra epicuticular recobrindo o tricoma glandular; i-j) Áreas demarcadas onde inicia 

o rompimento da cutícula; k) Áreas onde ocorreu o rompimento da cutícula.


denominaram essas células de tecido aquífero e verificaram que originam-se a partir de divisões 

periclinais das células epidérmicas. Neste estudo, preferiu-se não adotar o termo epiderme 

múltipla e recomendar estudos de ontogênese foliar para o gênero Piper. 

Em Saururus cernuus Plum. ex Linn. (Saururaceae, Piperales), citado por Tucker (1976), as 

células oleíferas apresentam caráter intrusivo, ou seja, formam-se no mesofilo e afloram na 

epiderme. Isto também foi observado em Virola Aublet (BRAGA, 1992). Embora não tenha 

sido investigada a ontogenia da célula oleífera, notou-se em P. alatipetiolatum, em Microscopia 

de luz e Microscópia Eletrônica de Varredura (MEV), que as células oleíferas aparentemente 

afloram na face adaxial da epiderme e rompem-se (Figura 3i-k), extravasando o seu conteúdo 

na superfície da folha. 

A distribuição das células oleíferas no mesofilo na folha adulta da espécie estudada é encontrada 

mais no parênquima lacunoso e parênquima paliçádico, enquanto que em outras espécies 

produtoras de óleos essenciais, como em Aniba parviflora (Meissn) Mez (Lauraceae), estudada 

por Vattimo (1968), cita que essas estruturas são mais frequentes na segunda camada do 

parênquima paliçádico, e menos frequente na primeira camada desse parênquima e na 

hipoderme. 

West (1969) afirma que 20 famílias lenhosas Ranalianas têm como caráter unificador as células 

de óleo. Este autor estudou e descreveu os membros de nove espécies, que são: Annonaceae, 

Canellaceae, Hernandiaceae, Illiaceae, lauraceae, Magnoliaceae, Myristicaceae e Piperaceae. A 

espécie estudada reforça este caráter para a família Piperaceae, pela grande abundância de 

células oleíferas. 

As células secretoras, segundo Metcalfe e Chalk (1950), ocorrem nas folhas de todos os gêneros 

da família Piperaceae, com exceção do gênero Symbrio. Segundo esses mesmos autores, as 

estruturas secretoras externas comuns no gênero Piper são os hidatódios, os tricomas 

glandulares e as glândulas reluzentes, sendo que na espécie enfatizada neste trabalho não 

foram encontrados os hidatódios e glândulas reluzentes. Entretanto, foi observado outro tipo 

de estrutura, que são as células oleíferas, que realizam movimentação até a superfície adaxial 

da folha, indicado em MEV o rompimento da cutícula nessas regiões. 

Hanberlandt (1965) relatou que a secreção de óleo protege a planta contra o ataque de 

animais, e que a volatilização do óleo atuava contra o aumento de temperatura interna e, 

consequentemente, contra o aumento de transpiração. Segundo Levin (1973), os tricomas 

têm um papel de defesa mecânica e química nas plantas através dos tricomas tectores e 

tricomas secretores são exudados terpenos, fenóis, alcaloides ou outras substâncias olfativas 

ou gustativas repelentes.


Gogosz et al. (2012) realizou estudo anatômico de nove espécies de Piper, e indicou como 

características para diagnóstico taxonômico: epiderme múltipla, espessura da cutícula, 

sinuosidade da parede celular, número de camada dos parênquimas clorofilianos e tamanho 

dos tricomas. Essas características foram observadas na espécie estudada, mas não podemos 

indicá-las realmente como valor taxonômico, já que tamanho e espessamento de estruturas da 

lamina foliar variam de acordo com o ambiente que é encontrado as espécies (CUTTER, 1987; 

ESAU, 1974; FAHN, 1978; RAVEN; EVERT; EICHHORN, 1996) 

CONCLUSÃO 

A espécie segue o padrão morfológico e anatômico geral para a família Piperaceae e gênero 

Piper. Mais estudos sobre a sua ontogenia tornam-se necessários para definir a origem do 

tecido anexo à epiderme, e verificar a movimentação dos idioblastos e a liberação do seu 

conteúdo na superfície da lâmina foliar. 

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Caracterização morfológica e estrutural dos ramos e folhas 

de “Oriza” Pogostemon heyneanus Benth. (Lamiaceae) com 

ênfase nas estruturas secretoras 



Sueyla Malcher Bezerra 



Haiwry de Jesus Farias 

Breno Ricardo Serrão da Silva 

INTRODUÇÃO 

Pogostemon Desf., é um gênero bem delimitado da família Lamiaceae, globalmente 

representado por 96 espécies (MABBERLEY, 2005), a maioria aromática (CANTINO, 1990), 

devido ao metabolismo dessas plantas ser capaz de produzir óleo essencial, que tem sido 

intensivamente utilizado na fabricação de produtos cosméticos e de higiene oral como 

perfumes, cremes dentais e aromatizantes, respectivamente (LU et al., 2009), além de ser 

usado também na medicina tradicional (COELHO-FERREIRA, 2008; LISBOA; SILVA, 2009). 

Pogostemon heyneanus Benth., popularmente conhecida no norte do Brasil como “oriza”, é 

originária da Índia, mas cultivada de forma intensiva na Indonésia e Malásia. Na América do 

Sul seu cultivo ocorre no Paraguai e no Brasil (SOUZA FILHO et al., 2009). Segundo Vasconcelos 

et al. (2011), no Brasil a planta foi introduzida e vem sendo cultivada no estado do Pará por 

agricultores, em pequenas roças e quintais (LISBOA; SILVA, 2009). 

O óleo essencial produzido por esta espécie é rico em sesquiterpenos (MURUGAN et al., 2010), 

exala odor forte e canforáceo, comumente utilizado na perfumaria (CORRÊA, 1984), além de 

também apresentar atividade alelopática (SOUZA FILHO et al., 2009). Estudos químicos levaram 

a identificação dos componentes presentes no óleo essencial de P. heyneanus, sendo os 

majoritários o álcool de patchouli, α-bulneseno, α-guaieno, seicheleno, α-patchouleno, 

aromadendreno, δ-guaieno, acetofenona, nerolidol e β-pineno (MAIA; ZOGHBI; ANDRADE, 2000; 

MAIA; ANDRADE, 2009; MURUGAN et al., 2010). 

Geralmente os óleos essenciais em Lamiaceae estão armazenados em vários tipos de tricomas 

glandulares (ASCENSÃO; MARQUES; PAIS, 1995; TAHIR; KHANAM; HASAIN, 1995; ASCENSÃO; 

PAIS, 1998; NAVARRO; EL OUALIDI, 2000; GERSBACH, 2002; MARTINS; PASTORI, 2004), que


acumulam, em geral, uma mistura bastante complexa de hidrocarbonetos, álcoois e aromáticos, 

encontrados em tecidos de rizomas, cascas, folhas, flores e sementes (ARAÚJO, 1995). Em P. 

heyneanus são as folhas que exalam aroma mais intenso. Este fato corrobora o rendimento do 

óleo essencial em folhas e galhos finos, que alcançou 4,7%, enquanto que em galhos mais 

grossos foi de apenas 1,5% (VASCONCELOS et al., 2011). Contudo, trabalhos que abordam a 

anatomia das estruturas secretoras responsáveis pelo acúmulo do óleo essencial em espécies 

de Posgostemon são escassos (MAEDA; MIYAKE, 1997; MAEDA; MIYAKE; TOMARU, 1999; 

SANDES et al., 2012). Segundo Ascensão, Mota e Castro (1999), estudos anatômicos e 

ultraestruturais que descrevem cada tipo morfológico de tricomas glandulares em Lamiaceae 

podem ajudar na interpretação de suas funções. 

Diante do exposto e da importância de P. heyneanus como planta aromática e medicinal, este 

estudo teve por objetivo caracterizar a morfologia e estrutura dos ramos e folhas, assim como 

inventariar as estruturas envolvidas com a atividade secretora do óleo essencial de “oriza”, 

tendo em vista que esta espécie não apresenta registros na literatura quanto a esses dados. 


Ramos e folhas foram coletados de espécimes de P. heyneanus cultivados no horto de plantas 

medicinais da Universidade Federal Rural da Amazônia (UFRA), em Belém, Pará. 

Para a descrição morfológica, as espécies foram observadas in loco e as mensurações das 

partes vegetativas realizadas com régua milimetrada. Para o estudo anatômico, amostras da 

região mediana foram retiradas dos mesmos e fixadas em FAA (formaldeído, ácido acético, 

álcool etílico 70%) por 24 horas, mantidas em vácuo e armazenadas em álcool etílico 70%. 

Posteriormente, foram desidratadas em série etílica (JOHANSEN, 1940) e incluídas em 

hidroxietilmetacrilato Leica (GERRITS; SMID, 1983). 

Seções seriadas transversais foram feitas à mão e em micrótomo rotativo de avanço automático 

(Leica RM 2245), com 4µm de espessura e coradas com azul de toluídina 0,05%. 

A dissociação de epiderme foi realizada com fragmentos da região mediana das folhas, os 

quais foram colocados em solução de peróxido de hidrogênio e ácido acético (FRANKLIN, 1945; 

modificado) por 24 horas. Após completa dissociação, as epidermes foram lavadas em água 

destilada, e em seguida coradas em azul de astra e fucsina básica 1% (BRAGA, 1999), e montadas 

entre lâminas e lamínulas com glicerina.


Testes microquímicos foram realizados nas estruturas secretoras para evidenciar as principais classes 

de compostos químicos que constituem a secreção: Preto Sudão B e Sudão IV (PEARSE, 1985), para 

lipídios totais e reagente de NADI (DAVID; CARDE, 1964), para óleos essências e óleo resinas. 

As fotomicrografias foram realizadas com auxílio de câmera fotográfica digital Canon 

PowerShot A660IS, acoplada ao microscópio Zeiss Axiostar plus. As demais ilustrações foram 

obtidas com câmera digital Sony Cyber-Shot 16.0 Megapixel. Os termos utilizados na descrição 

morfológica estão de acordo com Murugan e Livingstone (2010) e Ramasamy e Ramamoorthy 

(2012), enquanto que a terminologia adotada na descrição anatômica está de acordo com 

Ascensão, Mota e Castro (1999) e Sandes et al. (2012). 

RESULTADOS 

Caracterização morfológica 

Pogostemon heyneanus Benth. é uma erva ereta, com 25 a 60 cm de altura, tricomas abundantes 

e fortemente aromática. Caule obtuso 4-angular, marrom-avermelhado e ramificado. Folhas 

simples, macias, opostas cruzadas, ovaladas a deltoides, limbo de 7-14 x 4-9 cm quando 

totalmente expandidas, com tricomas abundantes, ápice obtuso, margem duplo-crenada; base 

obtusa ou acuneada, peciolada; pecíolo com 2-9 cm de comprimento, piloso; nervuras 

proeminentes na face abaxial, arroxeada; nervação camptódroma (Figura 1a-e). 

Caracterização anatômica 

RAMOS 

Os ramos, em seção transversal, apresentam forma quadrangular, com as arestas obtusas e 

três regiões distintas: epidérmica, cortical e vascular (Figura 2a). A epiderme é unisseriada, 

constituída por células isodiamétricas recobertas por cutícula delgada (Figura 2b). Ainda na 

superfície, ocorrem estômatos, tricomas tectores e glandulares (esses apêndices serão mais 

detalhados nos tópicos Folha e Estruturas Secretoras). Subsequente à superfície ocorrem quatro 

a cinco camadas de colênquima angular (Figura 2c), distribuídas uniformemente ao longo do 

órgão, seguidas por cinco camadas de células parenquimáticas de tamanhos variados. Idioblastos 

contendo cristais aciculares são frequentes na região do córtex (Figura 2b). 

O sistema vascular é colateral, apresentando câmbio ativo, produzindo floema para fora e xilema 

para dentro (Figura 2d). A região medular é formada por células parenquimáticas maiores que 

as demais regiões (Figura 2a).


a 

b 

c d e 

Figura 1a-e. Aspectos morfológicos de Pogostemon heyneanus: a) Hábito; b-c) Ramos (b), notar tricomas ao 

longo dos ramos axilares (c); d) Folha deltoide, evidenciando a face adaxial e abaxial; e) Margem crenada. 

Escalas: a, b = 15 cm; c, d = 8 cm; e = 4,5 cm.


a 

b 

c 

d 

Figura 2a-d. Estrutura do caule de Pogostemon heyneanus, em seção transversal: a) Vista geral; b) Detalhe da 

epiderme, córtex e sistema vascular, notar idioblasto com conteúdo (cabeça de seta); c) Colênquima angular; 

d) Sistema vascular, notar câmbio (asterisco). Abreviaturas: ep = epiderme; Ca = colênquima angular; cx = córtex; 

fl = floema; m = medula; x = xilema. Escalas: a = 250µm; b, c = 50µm; d = 20µm.


FOLHA 

Pecíolo e nervura central 

O pecíolo, em seção transversal, apresenta contorno irregular (Figura 3a). A superfície é 

constituída por células de tamanhos variados, além de estômatos e tricomas tectores e 

glandulares. Adjacente à superfície ocorrem três camadas de colênquima angular (Figura 3b), 

distribuídas uniformemente nessa região, seguidas por seis camadas de células parenquimáticas, 

de paredes delgadas, repletos de cloroplastos e espaços intercelulares conspícuos. Idioblastos 

contendo cristais aciculares e prismáticos são comumente observados na região cortical. O 

sistema vascular é colateral, em forma de arco, além de dois traços foliares localizados nas 

extremidades da região dorsal (Figura 3c). 

A nervura central, em seção transversal, apresenta forma biconvexa (Figura 3d). A superfície é 

constituída por células heterodimencionais, com paredes periclinais onduladas, seguidas por 

um aglomerado de células colenquimáticas angulares na face adaxial (Figura 3e). Já na face 

abaxial, observa-se que estas se organizam em uma a duas camadas. Logo após ocorrem cinco 

camadas de células parenquimáticas com paredes delgadas e espaços intercelulares. O sistema 

vascular é semelhante ao descrito no pecíolo (Figura 3f). 

Lâmina foliar 

A superfície foliar, em vista frontal, apresenta células com paredes anticlinais sinuosas, recobertas 

por cutícula lisa em ambas as faces (Figura 4a). Estômatos diacíticos são frequentes na face 

abaxial, caracterizando-a como hipoestomática (Figura 4a-b). Tricomas tectores pluricelulares 

unisseriados ocorrem em ambas as faces. Estes possuem a base constituída por duas a quatro 

células abauladas, que se localizam acima do nível epidérmico, exibindo parede espessada, 

ornamentada, e ápice afilado (Figura 4c). 

O mesofilo, em seção transversal, é dorsiventral (Figura 4d). A camada epidérmica da face 

adaxial e abaxial é unisseriada, com paredes periclinais papilosas apenas na face adaxial. Os 

estômatos estão restritos à face abaxial e, em geral, encontram-se acima do nível epidérmico 

(Figura 4d). Adjacente a esta, observa-se apenas uma camada de células em paliçada; o 

parênquima esponjoso é constituído por seis camadas de células com grandes espaços 

intercelulares, ambos contendo abundantes cloroplastos, amiloplastos (Figura 4d) e cristais 

aciculares (Figura 4e). Feixes vasculares de pequeno e médio calibre estão dispersos nesta 

região. O sistema vascular é colateral e bidirecional. 

A margem foliar da espécie analisada, em seção transversal, exibe forma terminal suavemente 

revoluta (Figura 4f), com células epidérmicas heterodimencionais, cutícula delgada e tricomas 

glandulares localizados em depressões da epiderme.


a 

d 

b 

e 

c 

f 

Figura 3a-f. Estrutura do pecíolo e nervura central de Pogostemon heyneanus, em seção transversal. Pecíolo: 

a) Vista geral, notar traços foliares (setas); b) Colênquima angular; c) Feixe do traço foliar. Nervura ventral: d) Vista 

geral, notar tricoma glandular (seta); e) Detalhe do colênquima, notar tricoma glandular (seta); f) Sistema vascular 

em arco. Abreviaturas: Ca = colênquima angular; cx = córtex; fl = floema; fv = feixe vascular; Id = idioblasto; 

pp = parênquima paliçádico; x = xilema. Escalas: a, d = 250 µm; b, c = 20µm; e = 30µm; f = 50µm; ).


Estruturas secretoras 

As estruturas secretoras observadas nos ramos e folhas de P. heyneanus são idioblastos 

(Figura 4g) e tricomas glandulares (Figura 5a-i). 

Os idioblastos localizam-se na região cortical do caule, pecíolo, nervura central e parênquima 

paliçádico do mesofilo das folhas, com conteúdo denso e amarelado in natura (Figura 4g). 

Os tricomas glandulares encontram-se distribuídos aleatoriamente na superfície epidérmica 

de todas as regiões analisadas. Estes apresentam citoplasma denso e amarelado e/ou inúmeros 

vacúolos, os quais foram classificados em três tipos estruturais: peltado, capitado e digitiforme. 

Em seção transversal, os tricomas peltados se encontram em depressões da superfície 

epidérmica e foram observados de duas formas: o primeiro formado por uma célula epidérmica 

basal, uma célula colar e uma cabeça glandular globoide contendo inúmeros vacúolos e coberta 

por uma cutícula espessa (Figura 5a-b). O segundo é constituído por célula epidérmica basal, 

pedicelo curto e cabeça glandular uni, bi, tri ou tetracelular (Figura 5c-e) coberta por cutícula 

delgada. Este tipo de tricoma glandular ocorre em abundância na lâmina foliar. 

Tricomas glandulares capitados podem ser curtos ou longos, ambos com parede celular 

cutinizada. Os capitados-curtos apresentam célula epidérmica basal, pedicelo unicelular, célula 

colar e cabeça glandular unicelular esférica (Figura 5f). Os capitados-longos são formados por 

uma célula epidérmica basal, pedicelo bi ou tricelular, célula colar e cabeça glandular unicelular 

esférica (Figura 5g-h). 

Os tricomas digitiformes foram observados principalmente no pecíolo das folhas. Esses são 

compostos por quatro células em linha, diâmetros semelhantes e comprimento quase igual, 

sendo assim constituídos: célula epidérmica basal, duas células no pedicelo e célula distal em 

forma de dedo ou espátula. Essas últimas células contêm citoplasma denso e amarelado 

(Figura 5i). Vale ressaltar que este tricoma glandular está sendo registrado pela primeira vez 

para um representante de Pogostemon. 

Testes microquímicos revelaram que as estruturas secretoras supracitadas apresentaram reação 

positiva para lipídios totais, evidenciada pela coloração preta com Preto Sudão B (Figura 6c-e; 

Figura 6i) e vermelho e laranja intenso quando corados com Sudan IV (Figura 6a, f, h), além 

desses, também foi constatada nos exsudatos uma mistura de óleos essenciais e ácidos resínicos 

(óleo-resina) evidenciados por diferentes tons, que vão de violeta a púrpura quando corados 

com o reagente de NADI (Figura 6b, g).


a b c 

d 

e 

f 

g 

Figura 4a-g. Estrutura da lâmina foliar de Pogostemon heyneanus em seção transversal: a) Vista frontal da face 

abaxial; b) Estômato diacítico; c) Tricoma tector, notar células abauladas na base; d) Mesofilo dorsiventral, 

notar estômato acima do nível epidérmico (seta); e) Idioblasto contendo cristais aciculares; f) Detalhe da 

margem, notar idioblasto (seta); g) Detalhe do idioblasto no mesofilo com conteúdo in natura. Abreviaturas: 

Ed = epiderme adaxial; Eb = epiderme abaxial; pp = parênquima paliçádico; pe = parênquima esponjoso. 

Escalas: a = 250 µm; d, f = 50 µm; b, c, e, g = 20µm.


a b c 

h 

d 

e 

f 

g 

i 

Figura 5a-i. Estrutura dos tricomas glandulares presentes nos ramos e folhas de Pogostemon heyneanus em 

seção transversal: a-b) Tricoma peltado, com secreção (a), notar cutícula enrolada (seta) (b); c-e) Tricomas 

peltados com cabeça glandular uni (c) e bicelular (d, e), evidenciando a cutícula rompida (seta); f) Tricoma 

capitado-curto, notar gotículas na cabeça glandular; g-h) Tricomas capitados-longos. i) Tricoma digitiforme. 

Escalas: a-h = 20µm.


a 

b 

c d e 

f g h i 

Figura 6a-i. Testes microquímicos mostrando reações positivas para os compostos químicos presentes nas 

estruturas secretoras de Pogostemon heyneanus: a-b) Idioblasto corado com Sudão IV (a) e reagente de NADI 

(b); c) Tricoma peltado corado com Preto Sudão B; d) Tricoma peltado com cabeça glandular bicelular corado 

com Sudão IV, notar cutícula rompida (seta). e-g) Tricomas capitados-curtos corados com Preto Sudão B, notar 

cutícula rompida, seta (e), Sudão IV (f) e reagente de NADI (g); h) Tricoma capitado-longo corado com Sudão IV 

(seta); i) Tricoma digitiforme corado com Preto Sudão B (seta). Escalas: a-i = 20µm.


DISCUSSÃO 

Os caracteres morfológicos atinentes ao hábito, forma e filotaxia das folhas de “oriza” 

(P. heyneanus) estão de acordo com o descrito para o gênero Pogostemon (BHATTI; INGROUILLE, 

1997). Contudo, foram observadas algumas peculiaridades à mesma. A espécie em estudo 

apresenta hábito herbáceo, mas pode alcançar o porte arbustivo com o tempo de cultivo. É 

relevante destacar que, quando tocada, a planta exala um forte aroma, provocado pelo 

rompimento das glândulas secretoras que recobrem a superfície. 

A análise anatômica revelou que o caule quadrangular de P. heyneanus apresenta superfície 

epidérmica unisseriada. Este carater é comumente observado em espécies de Lamiaceae, entre 

elas Leonurus sibiricus L. (DUARTE; LOPES, 2005), Plectranthus neochilus Schltr. (DUARTE; LOPES, 

2007), Hyptidendron canum (Pohl ex Benth.) Harley (FIUZA et al., 2010) e Vitex agnus-castus L. 

(VALENTE, 2010). O tecido colenquimático angular evidenciado na espécie estudada é semelhante 

ao encontrado em Hyptis pectinata (L.) Poit. e H. suaveolens (L.) Poit. (BASÍLIO et al., 2006) e 

Plectranthus neochilus Schltr. (DUARTE; LOPES, 2007). Entretanto, segundo Metcalfe e Chalk (1950), 

dependendo do arranjo que esse tecido forma no caule, pode apresentar valor diagnóstico. 

A nervura central e pecíolo apresentam características estruturais semelhantes, como epiderme 

unisseriada revestida por cutícula delgada, presença de estômatos, tricomas tectores e 

glandulares, e formato do sistema vascular colateral em arco. Estas características também 

foram constatadas em espécies de Lamiaceae (SOLEREDER, 1908; METCALFE; CHALK, 1950; 

TAHIR; KHANAM; HASAIN, 1995; MILANEZE-GUTIERRE et al., 2007; COSTA et al., 2012). A 

dorsiventralidade do mesofilo em P. heyneanus é outra característica comumente observada 

na família e descrita para Cunila microcephala Benth. (TOLEDO; ALQUINI; NAKASHIMA, 2004), 

Leonurus sibiricus L. (DUARTE; LOPES, 2005), Hyptis pectinata (L.) Poit. e H. suaveolens (L.) Poit. 

(BASÍLIO et al., 2006). 

Em Lamiaceae, a ocorrência de cristais não é frequente (METCALFE; CHALK, 1950). Apesar disso, 

cristais aciculares e prismáticos, provavelmente de oxalato de cálcio, foram observados no córtex 

do caule, pecíolo, nervura central e mesofilo das folhas da espécie em estudo. Duarte e Lopes 

(2005) também registraram cristais do tipo estiloide e prismático no caule de Leonurus siribicus L. 

Segundo Silva (2013), os cristais de cálcio, comumente oxalato e raramente carbonato ou malato, 

formam tanto prismas como acículas e mostram-se isolados, conjugados e agregados, 

originando os chamados ráfides, estiloides, drusas, dentre outros. Várias hipóteses foram 

levantadas para as possíveis funções desses cristais nos tecidos das plantas. De acordo com 

Paiva e Machado (2005), a localização de cristais próximos aos feixes vasculares está relacionada


ao gradiente de concentração de cálcio dos elementos crivados para as células da bainha do 

feixe. Já Haberlandt (1925) e Paiva (2003) referiram que os cristais de oxalato de cálcio se 

formem devido à ausência de um sistema excretor especializado, enquanto Franceschi e Horner 

Jr. (1980) citaram que a função desses cristais está relacionada com o equilíbrio iônico, além de 

servirem como importantes marcadores taxonômicos (JANSEN et al., 2002). 

Quanto às estruturas secretoras produtoras de óleo essencial, Dickson (2000) reportou que 

essas substâncias, em geral, ocorrem em cavidades secretoras ou em tricomas glandulares, 

fornecendo o odor e o sabor distinto da parte da planta que os possuem. 

Idioblastos com conteúdo denso e amarelado foram observados na região cortical dos ramos, 

pecíolo, nervura central e mesofilo das folhas de P. heyneanus. Esta glândula foi pouco citada 

para o mesofilo de representantes de Lamiaceae, como Brazoria Engelm. & A. Gray e Physostegia 

Benth. (METCALFE; CHALCK, 1950) e Pogostemon cablin (Blanco) Benth. , o “patchouli” (SANDES 

et al., 2012). Estes últimos autores ainda ressaltaram que o maior tamanho dessas células 

secretoras, quando comparadas aos tricomas glandulares, é um excelente produtor de 

compostos aromáticos, uma vez que o tamanho das glândulas e a produção de compostos 

aromáticos estão intimamente relacionados, tendo um papel importante na produção 

quantitativa desses compostos (KAHRAMAN; CELEP; DOGAN, 2010). 

Tricomas tectores e glandulares em Lamiaceae apresentam-se de diversas formas, podendo 

ocorrer em ambas as faces da epiderme (METCALFE; CHALK, 1950). Os tricomas glandulares 

podem variar quanto à estrutura e secretar várias substâncias químicas, como óleos essenciais, 

alcaloides e compostos fenólicos (FAHN, 1979). 

Em P. heyneanus foram observados três tipos de tricomas glandulares, são eles: peltado, capitado 

e digitiforme. Segundo Ascensão, Mota e Castro (1999), os tricomas peltados in vivo assemelhamse 

com uma laranja, de cor acastanhada e forma arredondada, consistindo de uma célula basal 

na epiderme, uma célula pedicelar muito curta, com paredes cutinizadas, e uma cabeça redonda 

de oito células secretoras dispostas num único disco, estrutura semelhante ao observado na 

espécie em estudo. Essas autoras citaram, ainda, que em micrografias, as cabeças glandulares 

desse tipo de tricoma mostram uma superfície lisa ou rugosa, indicando que a ligação estreita da 

cutícula com as paredes das células secretoras superiores, revelando a presença de um grande 

espaço subcuticular, formado pela separação da cutícula, a secreção acumulada nesse espaço 

permanece presa, dando ao tricoma uma forma mais ou menos esférica. 

Com relação aos tricomas capitados, estes podem ser divididos em dois tipos: curtos e longos, 

de acordo com as dimensões da haste, a morfologia da cabeça glandular e o processo de 

secreção (ASCENSÃO; MOTA; CASTRO, 1999).


Geralmente os tricomas capitados-curtos são formados por uma célula basal, uma célula 

peduncular curta com paredes laterais cutinizadas e uma cabeça globoide uni ou bicelular 

(ASCENSÃO; MOTA; CASTRO, 1999). Ainda segundo as autoras, o produto da secreção é 

acumulado no interior das células apicais, num espaço muito pequeno, subcuticular, 

provavelmente para ser exsudada pelos microporos da cutícula. 

Os tricomas capitados-longos também foram descritos por Ascensão, Mota e Castro (1999), 

exibindo uma célula basal, cabeça secretora unicelular suportada por um pescoço de células de 

diâmetro estreito e paredes laterais cutinizadas, desenvolvendo um espaço subcuticular esférico, 

onde a secreção é acumulada temporariamente. 

Tricomas capitados curtos e longos foram constatados ao longo dos ramos e folhas de 

P. heyneanus, mas não foram observados os processos de secreção supracitados. 

Martins e Pastori (2004) mencionaram que dentre as diferenças morfofuncionais existentes 

entre os tricomas peltados e capitados, citam-se a morfologia, o início e a duração da atividade 

secretora, o modo de secreção e o tipo de material secretado, por exemplo, nos tricomas 

glandulares capitados o material produzido é expelido para o exterior, enquanto nos tricomas 

peltados esse material permanece no espaço subcuticular. 

No que diz respeito ao tricoma glandular formado por uma célula epidérmica basal, duas células 

no pedicelo e uma célula secretora distal em forma de dedo ou espátula, este foi designado 

como tricoma glandular digitiforme, comumente registrado em órgãos aéreos de vários gêneros 

de Asteraceae: Aspilia Thouars, Bidens L., Calea L., Eupatorium L., Mikania Willd., Riencourtia 

Cass., Stevia Cav., Verbesina L., Viguiera Kunth, Wedelia Jacq. e Wulffia Neck. ex Cass. (CASTRO; 

LEITÃO-FILHO; MONTEIRO, 1997). 

É importante destacar a presença de tal estrutura nos órgãos vegetativos aéreos de P. heyneanus, 

tendo em vista que só há registro na literatura para Plectranthus ornatus (ASCENSÃO; MOTA; 

CASTRO, 1999). Segundo as autoras, esse tipo de tricoma não desenvolve espaço subcuticular. 

O resultados dos testes microquímicos indicaram que todas as glandulas secretoras observadas 

no caule e folhas de P. heyneanus possuem na composição química dos seus exsudatos 

substâncias lipídicas, evidenciadas pela coloração preta e laranja intenso, respectivamente, além 

de terpenos com uma mistura de óleos essencias e ácidos resínicos evidenciados por diferentes 

tons de violeta a púrpura. Esses dados são consistentes com outros representantes da família 

Lamiaceae, uma vez que Ascensão, Mota e Castro (1999), ao realizarem testes histoquímicos 

em tricomas glandulares peltados, capitados e digitiformes, localizados nas folhas e flores de 

Plectranthus ornatus, constataram que esses tipos estruturais de tricomas glandulares também 

são produtores de óleo-resina.


Quanto à função dos tricomas glandulares, alguns autores citam que as secreções produzidas 

por essas estruturas atuariam como recompensas orais aos polinizadores (ASCENSÃO; MOTA; 

CASTRO, 1999) ou estariam envolvidas com a defesa química de plantas (WAGNER; WANG; 

SHEPHERD, 2004). Assim, observações sobre o comportamento dos polinizadores e de outros 

visitantes de P. heyneanus são necessárias para testar tais hipóteses. 

CONCLUSÕES 

Apesar de terem sido observadas características morfoanatômicas comuns à Lamiaceae e ao 

gênero, os ramos e as fohas de P. heyneanus também apresentaram características 

peculiaridades ao táxon, tais como papilas na face adaxial da lâmina facial e cristais aciculares 

e prismáticos nas folhas e córtex, os quais contribuem para o conhecimento biológico estrutural 

desta espécie e fornecem informações úteis aos estudos taxonômicos e ecológicos, bem como 

para a Farmacognosia. 

As estruturas secretoras presentes nos órgãos analisados são idioblastos, tricomas glandulares 

peltados, tricomas glandulares capitados e tricomas glandulares digitiformes, cujos exsudados 

contêm uma mistura de óleo e resina. 

Ademais, o tricoma glandular digitiforme observado na espécie em estudo é um registro inédito 

para Pogostemon Desf. 


Ao CNPq, pela bolsa SET concedida à primeira autora, ao Horto de Plantas Medicinais da 

Universidade Federal da Amazônia, pela coleta de amostras e ao Laboratório de Anatomia 

Vegetal da Coordenação de Botânica do Museu Paraense Emílio Goeldi. 

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Caracterização anatômica das folhas 

de Unxia camphorata L. f. (Asteraceae) 

Dâmaris Vieira Busman 



INTRODUÇÃO 

A família Asteraceae é compreendida por cerca de 1.600 gêneros e 23.000 espécies, distribuídas 

em regiões tropicais, subtropicais e temperadas (BREMER, 1994). No Brasil, está representada 

por aproximadamente 180 gêneros e 1.900 espécies, distribuídas em diferentes formações 

vegetacionais (BARROSO et al., 1991; NAKAJIMA; SEMIR, 2001). 

Metcalfe e Chalk (1985) destacam importantes características estruturais para essa família, 

entre as quais cavidades e canais secretores, canais laticíferos, diferentes tipos de tricomas 

glandulares e não glandulares, espessamento secundário anômalo, feixes corticais e medulares, 

estômatos anomocíticos e cristais muito raros. Além disso, Monteiro et al. (2001) citam que os 

tricomas glandulares existentes nas Asteraceae apresentam conteúdo lipofílico. 

Quanto aos tipos de estruturas secretoras das espécies de Asteraceae, a literatura registra a 

presença de oito diferentes tipos: canais, cavidades, idioblastos, laticíferos, nectários extraflorais, 

tricomas e apêndices glandulares, que foram investigados quanto aos aspectos estruturais, 

ultraestruturais, histoquímicos e ecológicos. Das 72 espécies de Asteraceae estudadas, algumas 

apresentaram ductos (39 spp.), idioblastos secretores (23 spp.), hidatódios (65 spp.) e tricomas 

(17 spp.). Diferentemente das Lamiaceae, os óleos voláteis das Asteraceae podem ser produzidos 

tanto por tricomas glandulares quanto por estruturas internas – ductos, cavidades ou 

reservatórios secretores conforme a espécie, sendo que, estas estruturas podem inclusive 

coexistir na mesma espécie (CASTRO; LEITÃO-FILHO; MONTEIRO, 1997). 

Dentre as espécies do gênero Unxia L. f., destaca-se Unxia camphorata L. f., uma planta anual, 

de porte herbáceo, sublenhosa, bastante ramificada, pilosa, que apresenta a capacidade de se 

adaptar a diferentes condições climáticas, propagando-se preferentemente através de sementes 

(PIMENTEL, 1994). Na região Norte é conhecida principalmente pela denominação de trevosão-joão 

e são-joão-caá, além de outros nomes populares como incenso e macela-brava. Todas 

as partes dessa planta são aromáticas, apresentando forte odor de cânfora (CORRÊA, 1984). 

Unxia camphorata é uma espécie invasora de culturas, que cresce espontaneamente em campos


arenosos do norte do Brasil e nas Guianas, estendendo-se até o Panamá (CORRÊA, 1984), e 

frequentemente encontrada em abundância em campinas. Apesar de U. camphorata ser uma 

planta medicinal, as referências científicas sobre a morfologia e a anatomia da espécie são 

raras, bem como sobre os exsudatos liberados por suas estruturas secretoras. 

Este trabalho teve como objetivo estudar a anatomia das folhas de U. camphorata, a caracterização 

anatômica das estruturas responsáveis pelo processo secretor e a detecção por meio de testes 

histoquímicos das principais classes de substâncias químicas sintetizadas pela espécie. 


As amostras de U. camphorata foram coletadas na Reserva do Parque Ambiental de Belém, 

bairro do Utinga, município de Belém, Pará. As exsicatas encontram-se depositadas no Herbário 

João Murça Pires do Museu Paraense Emílio Goeldi (MG 167.718). 

O estudo foi realizado em indivíduos com o mesmo estágio de desenvolvimento. As amostras 

foram fixadas em FAA 70% (formaldeído, ácido acético glacial e álcool etílico 70%) (JOHANSEN, 

1940) e glutaraldeído 2,5% em tampão fosfato 0,1 M - pH 7,2 (GERLACH, 1977), sendo 

posteriormente conservadas em álcool 70%. Para a dissociação epidérmica, as folhas foram 

fervidas em uma solução de ácido nítrico a 5% durante cinco minutos (JOHANSEN, 1940). 

Após a separação total das epidermes, as mesmas foram lavadas em água destilada, coradas 

com azul de astra e fucsina básica (BRAGA, 1977), montadas entre lâmina e lamínula em glicerina 

diluída, untando-se as bordas da lamínula com esmalte incolor. Também foram preparadas 

lâminas permanentes montadas em resina sintética. Os cortes transversais das folhas foram 

feitos à mão livre, em seguida clarificados com hipoclorito de sódio diluído em água destilada 

(1:1), armazenados em álcool 70% ou corados com azul de astra e fucsina básica, com 

modificações (BRAGA, 1977), e montados entre lâmina e lamínula em glicerina diluída, untandose 

as bordas da lamínula com esmalte incolor. Além dos cortes à mão livre foram realizados 

cortes com auxílio de micrótomo. As folhas foram seccionadas em pequenos pedaços 

previamente fixados em FAA, posteriormente lavados, desidratados em série etanólicoacetobutílica, 

infiltrados e incluídos em parafina histológica (JOHANSEN, 1940). As fitas formadas 

foram colocadas em banho-maria a 40 ºC, com a finalidade de distender os cortes (GERLACH, 

1977). Os cortes transversais e longitudinais foram realizados com micrótomo rotativo (Reichert 

Jung modelo 1130), com espessura variando entre 12 e 16 µm. Os cortes foram tratados pela 

série acetobutílico-etanólica decrescente, corados com azul de astra e fucsina básica, com 

modificações (BRAGA, 1977), seguidos da série etanólico-acetobutílica crescente e montados 

entre lâmina e lamínula em resina sintética.


As lâminas foram fotomicrografadas com auxílio de câmera fotográfica acoplada ao microscópio 

de luz modelo Zeiss, nos Laboratórios de Ecologia e de Anatomia Vegetal do MPEG. Além da 

microscopia fotônica, também foi utilizada a microscopia eletrônica de varredura (MEV), na 

qual as folhas foram fixadas antecipadamente em solução de glutaraldeído 2,5% em tampão 

fosfato 0,1 M por 24 horas (MCDOWELL; TRUMP, 1976). Este material foi lavado três vezes na 

mesma solução tampão, desidratado em série etanólica crescente. Posteriormente, através da 

substituição do álcool por CO 2 

líquido (ponto crítico) (BOZZOLA; RUSSEL, 1991), foi montado 

em suporte e metalizado com ouro. As imagens foram obtidas no Laboratório Institucional de 

Microscopia Eletrônica de Varredura do Museu Paraense Emílio Goeldi, utilizando um 

microscópio eletrônico LEO, modelo 1450 VP. 

Para os testes histoquímicos, foram feitos cortes transversais das amostras a fresco, com auxílio 

de lâmina, sendo, em seguida, clarificados em uma solução de hipoclorito de sódio diluído em 

água destilada (1:1), lavados e armazenados em água, a fim de serem usados nas microrreações 

e adicionados aos seguintes corantes e reagentes: azul de astra (celulose), fucsina básica (cutina, 

suberina), lugol (amido), sudam III (óleos, ceras, resinas, essências), cloreto férrico (compostos 

fenólicos), azul de toluidina (polissacarídeos ácidos) e safranina (lignina, cutina, suberina). 


A superfície foliar adaxial de U. camphorata, em vista frontal, apresentou epiderme unisseriada 

com células epidérmicas heterodimensionais, exibindo contornos poliédricos irregulares e 

paredes anticlinais sinuosas (Figura 1a). Segundo Esau (1972), a causa desta ondulação ainda 

é muito discutida, podendo estar relacionada com o desenvolvimento de tensões durante a 

diferenciação foliar ou com o endurecimento da cutícula durante a sua diferenciação. 

As células epidérmicas de U. camphorata, incluindo as das redes de nervuras, são revestidas 

por uma cutícula ornamentada com estriações paralelas umas às outras (Figura 1d). Nesta 

espécie, pode-se supor que estas estriações cuticulares sejam um caráter específico, uma vez 

que Fahn (1974) citou que as mesmas poderiam servir como um critério de identificação 

taxonômica. Testes histoquímicos revelaram impregnações de cutina na cutícula. 

Após estudar 226 dicotiledôneas, Dunn, Sharma e Campbel (1965) concluíram que as principais 

espécies xerófitas geralmente apresentam cutícula estriada, enquanto que as mesófitas e as 

aquáticas apresentam superfície lisa. As características acima citadas, quanto ao estriamento 

cuticular, permitem sugerir que U. camphorata, por ocorrer principalmente em ambientes 

higromórficos e estar sujeita à radiação solar intensa, possivelmente desenvolveu características 

de adaptação ecológica.


Na face adaxial foram observados complexos estomáticos dispersos na lâmina foliar, 

localizados acima do nível das células epidérmicas, circundados por três e quatro células 

subsidiárias, caracterizando os tipos anisocítico e tetracítico, respectivamente (Figura 1e-d); 

estas características também foram observadas por Solereder (1908) e Metcalfe e Chalk (1950) 

para a família Asteraceae. Nos estômatos de U. camphorata foram encontradas várias 

substâncias químicas, detectadas histoquimicamente, como cutina (Figura 1f) e polissacarídeos 

ácidos (Figura 2a). 

Figura 1a-f. Unxia camphorata - Vista frontal da superfície foliar: a) Vista geral da epiderme adaxial (FO-126X); 

b) Estriamento cuticular (MEV); c) Células epidérmicas da nervura central (MEV); d) Estômatos anisocíticos 

(MEV); e) Estômatos tetracíticos (FO-320 X); f) Células guarda evidenciadas por sudan black (FO - 320X).


Na superfície foliar de U. camphorata foram encontrados tricomas tectores não glandulares, 

isolados, distribuídos uniformemente, concentrando-se particularmente sobre a rede de 

nervuras, organizados em tufos, presentes desde o ápice até a base da lâmina foliar e inclinados 

em direção ao ápice foliar, dando à folha um aspecto aveludado (Figura 2b-d). 

Estes apêndices exibiam cutícula com ornamentação lisa, sendo cônicos, unisseriados, 

pluricelulares, variando de 3 a 10 células, e divididos em três regiões: a região basal constituída 

por células esféricas, intumescidas, que se projetavam acima do nível epidérmico, formando 

uma espécie de roseta (Figura 2e), a região mediana com células retangulares, que vão 

afunilando-se em direção à região apical do tricoma. Tricomas semelhantes foram encontrados 

por Solereder (1908) nas espécies Taraxacum officinale Weber ex F. H. Wigg. e Chondrilla 

juncea L., pertencentes à família Asteraceae. 

Uma vez que a planta estudada foi encontrada em ambiente altamente exposto ao sol, poderia 

se sugerir, com base nas observações de Uphof (1962), que a presença dos tricomas tectores 

na superfície da planta protege a mesma da incidência direta dos raios solares, isolando o 

mesofilo do excesso de calor. Além disso, Volkens (1884) argumentou que durante o dia os 

tricomas de cobertura poderiam diminuir os efeitos prejudiciais da insolação e impedir a 

transpiração, enquanto que durante a noite eles poderiam facilitar a condensação de vapor 

de água na forma de orvalho, que eventualmente poderia ser absorvido pelo tricoma. 

Na superfície adaxial foi possível observar outro tipo morfológico de tricomas não glandulares, 

distribuídos aleatoriamente por toda a epiderme, concentrando-se particularmente sobre a 

rede de nervuras (Figura 3b), desde o ápice até a base da lâmina foliar. Estes apêndices 

apresentam paredes retas, espessamento celulósico, cutícula lisa, sendo unisseriados, 

pluricelulares, variando de 4 a 6 células, e inclinados em direção ao ápice foliar. Neste tricoma 

foram visualizadas três regiões distintas: a região basal, que apresentou uma célula inserida 

entre as células epidérmicas e sendo anatomicamente diferente das mesmas; a região mediana, 

com células quadradas e articuladas umas às outras (Figura 3c) e a região apical, formada por 

uma célula longa, de paredes muito delicadas, enrolada como um chicote ou um flagelo (Figura 

3c-d), daí a denominação, segundo Payne (1978), de flageliformes. Este tipo de tricoma foi 

observado na família Asteraceae por Solereder (1908). Netolitzky (1930) sugeriu que os tricomas 

flageliformes seriam importantes na absorção e condução de gases. Testes histoquímicos 

evidenciaram substâncias lipídicas e polissacarídicas ácidas presentes na cutícula deste tricoma 

(Figura 3a, e, f).


Em vista frontal, tanto as células epidérmicas da face abaxial do limbo foliar quanto as que 

recobrem as redes de nervuras apresentaram características morfológicas semelhantes às da 

face adaxial (Figura 4a-b), enfatizando-se que nas células epidérmicas abaxiais as paredes 

celulares mostraram-se acentuadamente sinuosas (Figura 4c) e cobertas por uma cutícula 

impregnada de cutina. 

Figura 2a-f. Unxia camphorata - vista frontal da superfície adaxial: a) Células guarda evidenciadas por azul de 

metileno (FO - 320 X); b) Estômatos destacando estriações longitudinais das células guarda (MEV); c-d) Tricomas 

tectores (FO - 320 X/ MEV); e) Base em roseta do tricoma tector e estrias basais (MEV); f) Cutícula do tricoma 

tector evidenciada pos sudan black (FO - 800 X).


Figura 3a-f. Unxia camphorata - vista frontal da superfície adaxial: a) Cutícula do tricoma tector evidenciada por 

azul de toluidina (FO - 200 X); b) Tricoma flageliforme na nervura (MEV); c) Base do tricoma flageliforme 

(MEV); d) Célula apical do tricoma flageliforme semelhante a um chicote (MEV); e-f) Cutícula do tricoma 

flageliforme evidenciada por fucsina básica e sudam III respectivamente (FO - 800 X). (tt = tricoma tector; 

tf = tricoma flageliforme). 

Foram encontrados complexos estomáticos distribuídos uniformemente no limbo foliar em 

ambas as faces, caracterizando a folha de U. camphorata como anfiestomática, no entanto, 

muito mais abundantes na face abaxial, apresentando características estruturais e histoquímicas 

semelhantes aos da adaxial. Os tricomas não glandulares são semelhantes aos da superfície


adaxial. Conforme Uphof (1962), a presença de tricomas de cobertura na face abaxial da folha 

(onde pode predominar o maior número de estômatos) tanto poderia criar um ambiente propício 

às trocas gasosas quanto reduziria a perda de água pela transpiração. Apenas na superfície 

abaxial foram observados tricomas glandulares peltados, revestidos por uma cutícula delgada 

e lisa, uniformemente distribuídos na lâmina foliar e ausentes nas nervuras (Figura 4e-f). Em 

análise a fresco, apresentaram coloração marrom-avermelhada, possuindo forma de um balão. 

Características de coloração similares foram observadas respectivamente por Ascensão et al. 

(1998) e Melo (2002) nos tricomas glandulares peltados de Plectranthus madagascariensis 

(Pers.) Benth. e Plectranthus barbatus Andr., que apresentaram coloração de laranja a vermelha 

e às vezes castanha, e atribuíram essa coloração ao óleo essencial armazenado in vivo. 

Os tricomas glandulares de U. camphorata são bisseriados, multicelulares apresentando, em geral, 

um total de dez células, sendo três pares de células constituindo a cabeça secretora, assumindo a 

forma de um disco; um par de células pedunculares curtas de paredes laterais cutinizadas e um par 

de células basais (Figura 4e-f). Diferentes tipos de tricomas glandulares já foram descritos para a 

família Asteraceae, e os bisseriados são frequentes nas tribos Anthemideae, Astereae, Eupatorieae, 

Heliantheae, Inuleae, Mutisieae e Vernonieae (CASTRO; LEITÃO-FILHO; MONTEIRO, 1997). Os 

tricomas secretores encontrados em U. camphorata são muito similares àqueles observados em 

outros tricomas das Asteraceae, como, por exemplo, os de Artemisia campestris L. (ASCENSÃO, 

1987), Achillea millefolium L. ssp. millefolium (FIGUEIREDO; PAIS, 1994), Stevia rebaudiana (Bert.) 

Bert. (CASTRO; LEITÃO-FILHO; MONTEIRO, 1997), Artemisia annua L. (DUKE; PAUL, 1993). 

O material secretado pelos tricomas de U. camphorata encontrava-se acumulado tanto no 

interior das células secretoras como no diminuto espaço subcuticular formado acima das células 

apicais pela distensão da cutícula; esta secreção, que permanecia armazenada neste espaço, 

conferia ao tricoma a forma mais ou menos esférica; a secreção parecia permanecer intacta no 

espaço subcuticular, a menos que fatores externos como condições climáticas extremas ou 

injúrias mecânicas causassem sua ruptura. Além da espécie estudada, o acúmulo de óleos 

essenciais no espaço subcuticular dos tricomas glandulares foi descrito para Origanum vulgare 

L. (WERKER; PUTIEVSKY; RAVID, 1985), outras espécies de Origanum (BOSABALIDIS; TSEKOS, 

1984) e Satureja thymbra L. (BOSABALIDIS, 1990), todas pertencentes à família Lamiaceae. 

Segundo Bisio et al. (1999), a eliminação dos componentes voláteis de secreção contidos no 

espaço subcuticular poderia ocorrer por rompimento da cutícula ou através de poros observados 

na mesma, como é o caso dos tricomas peltados em Salvia blepharophyla Brandegee. 

A liberação dos componentes voláteis dos tricomas glandulares de U. camphorata, através do 

rompimento da cutícula, pode ser observada na Figura 5, que mostra várias etapas da ruptura


da cutícula destes apêndices: inicialmente observou-se o tricoma totalmente cheio de conteúdo 

lipofílico (Figura 5a), em seguida houve um rompimento gradual da cutícula, através de uma 

pequena fenda que se tornou cada vez maior (Figura 5b-d). Essa ruptura segue uma linha 

horizontal de aparente fragilidade no plano equatorial da cabeça secretora; por fim, foi 

visualizada a abertura quase que total da cutícula, podendo ser observadas as células secretoras 

já sem conteúdo (Figura 5e-f). 

Figura 4a-f. Unxia camphorata - vista frontal da superfície foliar: a-b) Vista geral da epiderme abaxial (FO - 126 X/ 

MEV); c) Detalhe da ondulação da parede (FO - 256 X); d) Estômatos apresentando espessamento da parede 

externa das células guarda (FO - 800 X); e-f) Tricoma glandular subséssil (FO - 800 X/ MEV).


Tricomas glandulares que apresentavam este tipo de ruptura cuticular foram observados por 

Ascensão, Marques e Pais (1995) nos órgãos vegetativos e reprodutivos de Leonotis leonurus 

(L.) R. Br., apenas nos vegetativos de Plectranthus ornatus Codd (ASCENSÃO; MOTA; CASTRO, 

1999) ,ambas pertencentes à Lamiaceae, e nas folhas de Phillyrea latifolia L. (Oleaceae) 

(GRAVANO et al., 1998). 

Uma série de testes histoquímicos revelaram a natureza heterogênea da secreção dos tricomas 

glandulares, que submetidos aos corantes sudam III e sudan black, reagem positivamente à 

presença de óleos essenciais. Além disso, polissacarídeos não celulósicos também foram 

Figura 5a-f. Unxia camphorata - vista frontal da superfície foliar em MEV: a-f) Etapas da ruptura da cutícula do 

tricoma glandular para liberação de sua secreção lipídica.


detectados através do azul de toluidina. Entre outros trabalhos que se referiam à natureza 

química dessas estruturas secretoras, pode ser mencionado o de Monteiro et al. (2001), que 

identificaram cutina, outros materiais lipídicos e substâncias pécticas nos tricomas glandulares 

de Stevia rebaudiana (Bert.) Bert. (Asteraceae). 

Quanto a possíveis funções destas estruturas secretoras externas, Metcalfe e Chalk (1985) 

mencionaram que os tricomas glandulares secretores de terpenos, fenóis, alcaloides e outras 

substâncias, poderiam complementar a defesa química da planta contra o ataque de insetos 

fitófagos. De acordo com Uphof (1962), tricomas secretores são típicos das famílias Lamiaceae 

e Asteraceae, sendo o produto de secreção constituído por mucilagens, lipídios, taninos e 

principalmente por óleos voláteis. Além disso, sugeriu que os óleos essenciais secretados pelos 

tricomas glandulares também poderiam reduzir a transpiração foliar. 

Nas seções transversais da lâmina foliar de U. camphorata o mesofilo é dorsiventral, com 

epiderme uniestratificada em ambas as faces. As células epidérmicas adaxiais eram 

heterodimensionais, de formas variadas, sendo algumas esféricas e retangulares, cobertas por 

uma fina cutícula, possuindo paredes anticlinais e periclinais retas, com espessamento bem 

evidente, enquanto que as da face abaxial apresentaram-se, em geral, mais retangulares e 

menores que as adaxiais (Figura 6a-b). Algumas destas características foram registradas por 

Metcalfe e Chalk (1950) para a família Asteraceae. 

No mesofilo, o parênquima clorofiliano apresentou-se diferenciado em parênquima paliçádico 

e lacunoso. O parênquima paliçádico era biestratificado, formado por células colunares altas 

em paliçada, de paredes tenuamente sinuosas, apresentando inconspícuos espaços intercelulares 

(Figura 6b). O lacunoso era constituído de 3 a 4 camadas de células irregulares, com grandes 

espaços intercelulares, ocorrendo entre elas pequenos feixes vasculares, circundados por uma 

bainha parenquimática (Figura 6b). 

Em U. camphorata os feixes vasculares secundários e terciários estavam localizados entre os 

parênquimas paliçádico e lacunoso, ambos do tipo colateral aberto, e com floema voltado para 

a face abaxial e xilema para adaxial. Os elementos traqueais do xilema foram representados 

por traqueídes helicoidais (Figura 6c). Segundo Fahn (1974), a presença de células traqueais 

entre as células do paliçádico têm a função de armazenar água. 

Secções transversais e longitudinais do mesófilo evidenciaram a presença de canais secretores 

distribuídos irregularmente pelo parênquima clorofiliano e sempre próximo ao xilema (Figura 

6b). Castro, Leitão-Filho e Monteiro (1997), estudando as estruturas secretoras das Asteraceae, 

citam que os canais secretores localizados nas nervuras poderiam ocupar duas posições 

distintas: associados exclusivamente ao floema, como em espécies do gênero Baccharis L., em


Inulopsis scaposa (Reny) O. Hoffm. e em Trixis verbasciformis Less., e associados ou próximos 

ao xilema e ao floema, ou exclusivamente ao xilema nos gêneros Aspilia Thouars, Bidens L., 

Calea L., Eupatorium L., Mikania Willd., Riencourtia Cass., Stevia Cav., Verbesina L., Viguiera 

Kunth, Wedelia Jacq. e Wulffia Neck. ex Cass. Na fase secretora, as células epiteliais 

apresentavam-se protuberantes e liberavam o secretado no lúmen do canal. 

Os canais da espécie estudada possuem lúmen circundado por um epitélio uniestratificado, que 

visto em secção tranversal, tomava a forma de uma bainha epitelial. Segundo Castro, Leitão- 

Filho e Monteiro (1997), na fase secretora as células epiteliais apresentavam-se protuberantes e 

liberavam o exsudato no lúmen do canal. Canais secretores foram observados tanto por Solereder 

(1908) quanto por Metcalfe e Chalk (1950) para alguns gêneros da família Asteraceae, como 

Tagetes L., Porophyllum Guett., Bigelovia Sm., Baccharis L., Artemisia L., Anacyclus L., Carlina L., 

Pulicaria Gaertn., Athanasia L., Liatris Gaertn. ex Schreb., Pectis L. e Inula L.. 

Testes histoquímicos revelaram que o exsudato liberado pelas células epiteliais dos canais é 

semelhante à secreção dos tricomas glandulares subsésseis, contendo óleos essenciais e 

polissacarídeos não celulósicos (Figura 6d-e). 

Nas seções transversais da nervura principal, as células epidérmicas adaxiais são retangulares 

e maiores que as abaxiais, com paredes anticlinais e periclinais externas espessadas, sendo 

cobertas por uma delgada cutícula (Figura 7a). 

Adjacente a ambas as epidermes são encontradas de 1 a 3 camadas de células colenquimáticas 

com espessamento angular, sendo que as células colenquimáticas adaxiais são menores que 

as abaxiais (Figura 7a-b). O parênquima fundamental é formado por células heterodimensionais, 

esféricas, com espaços intercelulares. 

O feixe vascular é semicircular, e as células xilemáticas e floemáticas estão dispostas em fileiras 

longitudinais, estando o floema presente em toda a extensão do feixe não chegando, no entanto, 

a circundá-lo totalmente, caracterizando o feixe do tipo colateral aberto (Figura 7c). Na nervura 

central também foram observados canais secretores com posição diferente das do mesofilo, 

localizando-se próximos ao floema, circundados por uma bainha de células epiteliais secretoras 

(Figura 7c). 

CONCLUSÃO 

Entre as mais importantes características da anatomia foliar de Unxia camphorata há a ocorrência 

de cutícula ornamentada em ambas as superfícies foliares, tricomas não glandulares, tectores


e flageliformes presentes nas folhas, tricomas glandulares peltados apenas na superfície abaxial 

da folha, feixes colaterais abertos e canais secretores de óleos essenciais. Serão necessários 

estudos ontogenéticos e de microscopia eletrônica de transmissão para que sejam determinadas 

a origem das estruturas secretoras e os locais de síntese de secreção da espécie. 

Figura 6a-e. Unxia camphorata - Mesofilo. Secção transversal da lâmina foliar: a) Visão geral do mesofilo 

(FO - 320 X); b) Mesofilo mostrando feixe vascular secundário e cavidade secretora (FO - 256 X); c) Traqueídes 

(FO - 320 X); e) Cavidade secretora (FO - 640 X); f) Cavidade secretora evidenciada por sudam III (FO - 800 X). 

(ead = epiderme adaxial; eab = epiderme abaxial; cs = cavidade secretora; traq = traqueíde; PP = parênquima 

paliçádico; pl = parênquima lacunoso; esp = espaço intercelular; fv = feixe vascular).


Figura 7a-c. Unxia camphorata - Nervura central em secção transversal: a) Nervura central (FO - 100 X); 

b) Detalhe do colênquima angular (FO - 500 X); c) Feixe vascular e cavidade secretora (FO - 126 X). 

(col = colênquima; cs = cavidade secretora; x = xilema; fl = floema; fv = feixe vascular).



À Coordenação de Botânica do Museu Paraense Emílio Goeldi e à Universidade Federal Rural 

da Amazônia, pelo total apoio para a realização deste trabalho. À Dra. Raimunda C. V. Potiguara 

(in memoriam), à Dra. Maria das Graças B. Zoghbi e à MSc. Eunice G. Macedo, pela orientação 

e incentivo, e ao CNPq, pela bolsa concedida. 

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Morfoanatomia dos órgãos vegetativos aéreos do 

alecrim-d’angola (Vitex agnus-castus L., Lamiaceae) 

Zélia Valente Braga 




INTRODUÇÃO 

Vitex agnus-castus L. (Lamiaceae) é conhecida popularmente no norte do Brasil por alecrimd’angola 

(CAMARGO, 1998), e suas propriedades terapêuticas são relatadas desde a antiguidade 

(FONT QUER, 1978). Atualmente, estudos comprovaram sua eficácia no tratamento de distúrbios 

do sistema reprodutor feminino, como a síndrome pré-menstrual (SCHELLENBERG, 2001; 

ROEMHELD-HAMM, 2005; ZHONG et al., 2009) e mastalgia (CARMICHAEL, 2008). Essa eficácia 

esteve relacionada aos flavonoides, iridoides glicosídeos, diterpenos e óleos essenciais 

encontrados, sobretudo em suas folhas e frutos (ZOGBHI; ANDRADE; MAIA, 1999). 

No Brasil, a Resolução da Diretoria Colegiada da Anvisa – RDC n° 14, de 31/03/2010 (ANVISA, 

2010), determinou em seu artigo 10º, inciso I, que toda droga vegetal utilizada para o 

desenvolvimento de fitoterápicos necessita de laudo que comprove, entre outras, sua identificação 

macroscópica e microscópica. Isso porque essas características podem ser usadas como ferramenta, 

especialmente no que diz respeito à correta identificação e controle de qualidade dos vegetais 

comercializados. No entanto, apesar de estudos realizados com V. agnus-castus, como aqueles citados 

no parágrafo acima, pouco se conhece a respeito das características botânicas desta espécie. 

Diante disso, este estudo teve como objetivo inventariar as características morfológicas e 

anatômicas dos órgãos vegetativos aéreos de V. agnus-castus, a fim de ampliar esses 

conhecimentos, além de subsidiar trabalhos de ciências correlatas. 


Ramos vegetativos foram coletados de indivíduos de V. agnus-castus ocorrentes no campus de 

pesquisa do Museu Paraense Emilio Goeldi (MPEG), Belém-PA (1°27’5, 69'’S/48°26’40,38’W). 

Amostras foram identificadas e o material testemunho depositado no Herbário João Murça 

Pires, com o número de registro MG 201.783.


Folhas adultas completamente expandidas e caules herbáceos foram fixados em FAA 70 

(JOHANSEN, 1940) por 24 horas, ou em formalina neutra tamponada (FNT) por 48 horas (LILLIE, 

1965), mantidos sob vácuo e, posteriormente, preservados em etanol 70%. 

Para o estudo de microscopia eletrônica de varredura (MEV), as amostras da lâmina foliolar, 

pecíolo e caule herbáceo, fixados em FNT, foram desidratadas em série etílica. 

Subsequentemente, as peças foram secas pelo método do ponto crítico – MTECH K850, afixadas 

em “stubs” com fita adesiva dupla face e metalizadas com ouro – MTECH K550. As observações 

e captura das imagens foram realizadas em microscópio JEOL JSM 5000LV a 20 kV. 

Para o estudo anatômico, seções seriadas transversais e longitudinais (8-15 µm de espessura) 

da região mediana da lâmina foliolar, pecíolo, pulvino, peciólulo, pulvínulo e caule herbáceo 

foram coradas com safranina e azul de astra (GERLACH, 1969) e as lâminas montadas em 

resina sintética. As seções do lenho (10-18 µm de espessura), sob as mesmas orientações, 

foram coradas com safranina, desidratadas em série etílica, e as lâminas montadas em bálsamodo-canadá: 

acetato (1:3) (JOHANSEN, 1940). Para localização de amido, as seções foram 

submetidas a testes com solução de lugol (JOHANSEN, 1940). 

Para a observação dos elementos celulares dissociados, amostras de pecíolo, caule herbáceo e 

lenho foram submetidas a uma solução de peróxido de hidrogênio 20% e ácido acético glacial 

(1:1) a uma temperatura de 60 ºC (FRANKLIN, 1945), por 12 horas para as amostras herbáceas 

e 24 horas para as lenhosas. 

As terminologias usadas nas descrições morfológicas e anatômica da madeira estão de acordo 

com Agarez, Rizzini e Pereira (1994) e International Association of Wood Anatomists/IAWA 

(1989), respectivamente. 

As imagens fotográficas foram obtidas com auxílio de câmera digital Olympus de oito 

megapixels, e as fotomicrografias por meio de câmera fotográfica digital Cannon Power shop 

A640 acoplada ao microscópio de luz Zeiss, modelo Axiolab, em diferentes magnificações. A 

autoria do desenho ilustrativo é de Pedro Glécio Lima. 

RESULTADOS 

Análise morfológica 

Vitex agnus-castus possui folhas compostas, opostas cruzadas, digitadas, com pecíolo de 0,5 a 

15 cm de comprimento por 2 mm de diâmetro (Figura 1a) e inserção central (Figura 1b). Pulvino


com média de 2,5 mm de diâmetro, gemas axilares triangulares e opostas (Figura 1c). Folhas 

com cerca de sete folíolos que variam de 0,5 a 10 cm de comprimento por 0,3 a 2 cm de 

largura, lanceolados, ápice agudo, base cuneada, margem inteira, consistência membranácea, 

superfície pilosa, peciólulo com média de 0,5 cm de comprimento por 0,5 mm de diâmetro 

(Figura 1a) e venação broquidródoma (Figura 1d). O caule herbáceo varia de 0,5 a 2 mm de 

diâmetro, possui superfície pilosa, coloração esverdeada e estrias dispostas longitudinalmente 

(Figura 1c). O caule lenhoso varia de 2 mm a 20 cm de diâmetro, com coloração marrom. 

Análise anatômica 

Em vista frontal, as faces epidérmicas são cobertas por tricomas tectores e glandulares. Esses 

últimos, nas variações capitada e peltada. Na face adaxial, percebe-se o predomínio de tectores 

unicelulares (Figura 2a); e na face abaxial, de tectores pluricelulares (Figura 2b). Ambas faces 

possuem células poligonais com paredes anticlinais e periclinais retas, levemente curvadas no 

ângulos (Figura 2c). O folíolo hipoestomático mostra estômatos anomocíticos acima das demais 

células epidérmicas (Figura 2). 

Em seção transversal, o folíolo mostra um limbo delgado em relação à nervura principal 

(Figura 2e); células ovais a tabulares (Figura 2f) seguidas de uma camada de células 

semelhantes às epidérmicas, podendo corresponder a uma provável hipoderme; 3-5 

camadas de parênquima paliçádico e 1-2 camadas de parênquima esponjoso, com poucos 

espaços intercelulares (Figura 2g). A nervura principal possui seção plano-convexo com 

projeção abaxial proeminente, córtex com células parenquimáticas, poligonais, 

heterodimensionais e feixe vascular bicolateral envolvido por bainha de fibras espessadas 

(Figura 2e, h). As nervuras secundárias mostram feixes colaterais envolvidos por células 

que se dispõem compactamente e ligam-se às epidermes constituindo a bainha do feixe 

(Figura 2i). A margem possui 2-3 camadas de colênquima angular/anelar; 2-3 camadas de 

parênquima paliçádico na face adaxial; 1-2 camadas de parênquima esponjoso na abaxial 

(Figura 2j) e um feixe vascular colateral localizado na porção central, envolto por bainha 

parenquimática (Figura 2k). 

O pecíolo mostra aspecto biconvexo (Figura 3a), o pulvino (Figura 3b) e pulvínulo (Figura 3c) 

aspecto circular e o peciólulo aspecto obtuso triangular (Figura 3d). Apresentam células 

epidérmicas ovais, espessadas, cobertas por tricomas tectores e glandulares, esses nas 

variações capitadas e peltadas; colênquima angular/anelar (Figura 3e-g); possuem três feixes 

vasculares, sendo um maior, situado na porção central e dois menores, localizados próximo 

à região medular, em disposição latero-lateral. O feixe maior é bicolateral no pecíolo, peciólulo


a 

b c d 

Figura 1a-d. Aspectos morfológicos gerais de Vitex agnus-castus L.: a) Ramo evidenciando a filotaxia oposta 

cruzada, as folhas compostas, seus respectivos folíolos (fl) e pecíolo (pc); b) Folha com destaque para o 

peciólulo (pl); c) Detalhe do caule (ca) e gemas axilares (ga) inseridas acima do pulvino (pv); d) Face adaxial do 

limbo foliolar, mostrando a venação broquidródoma.


a 

b 

80µm 80µm 

c 

d 

20µm 15µm 

e f g 

270µm 

h 

i 

30µm 

100µm 

j 

k 

40µm 

40µm 

20µm 

Figura 2a-k. Eletro e fotomicrografias das seções histológicas do limbo foliolar de Vitex agnus-castus L.: a-d) 

Vista frontal: a) face adaxial; b) face abaxial; c) células epidérmicas; d) estômato. e-k) Seção transversal: e) vista 

geral do limbo; f) células epidérmicas; g) mesofilo constituído por parênquima paliçádico (pp) e parênquima 

esponjoso (pe); h) feixe vascular da nervura principal, mostrando a disposição do floema (fl), xilema (xl) e fibras 

(fb); i) feixe vascular da nervura secundária com bainha de extensão (bex); j-k) Margem: j) vista geral da margem, 

evidenciando colênquima (co), parênquima paliçádico (pp), parênquima esponjoso (pe) e feixe vascular (fv); k) 

Detalhe do feixe vascular da margem, com destaque para as fibras envolvendo o floema.


e pulvínulo (Figura 3a, c, d), porém no pulvino é concêntrico anficrival (Figura 3b). Os feixes 

menores são bicolaterais e interligados ao feixe maior no pecíolo (Figura 3h) e concêntricos 

anficrivais no pulvino (Figura 3k). No peciólulo e pulvínulo os feixes menores são traços 

pouco nítidos (Figura 3c-d). 

As fibras são espessas em todos os feixes do pecíolo e pulvino, e através da separação dos 

elementos celulares dos feixes vasculares se observa que essas fibras são filiformes (Figura 3j) 

e os elementos de vaso apresentam espessamento parietal helicoidal (Figura 3k) e pontoado 

(Figura 3l-m). O parênquima fundamental é constituído por células de paredes delgadas, 

poligonais e heterodimensionais (Figura 3n). No pecíolo, esse tecido é reduzido quando 

comparado às demais estruturas. Especificamente, nas células corticais mais internas do pulvino 

e pulvínulo são encontrados grãos de amido dispostos em grupos (Figura 3o). 

O caule herbáceo, em seção transversal, possui formato quadrangular no primeiro e segundo 

entrenós (Figura 4a-b) e circular no terceiro (Figura 4c). Assim como a epiderme das estruturas 

foliares, a epiderme caulinar mostra células ovais cobertas por tricomas tectores e glandulares; 

colênquima composto por duas a quatro camadas de células de espessamento angular/anelar. 

O felogênio instala-se a partir do segundo entrenó nas camadas de células abaixo da epiderme 

e dá origem à periderme, sendo essa constituída por células do felema (súber), que são alongadas 

e volumosas, dispostas em paliçada, no sentido anticlinal; o córtex e a medula são formados 

por células poligonais, ovais e heterodimensionais (Figura 4d). A bainha de fibras, que no segundo 

entrenó é contínua, no terceiro passa a ser fragmentada; o feixe vascular é do tipo sinfonostelo 

(Figura 4a-c) e os vasos xilemáticos são dispostos em fileiras radiais, com placa de perfuração 

simples (Figura 4e) e raramente reticulada (Figura 4f). O espessamento parietal varia de anelar 

a helicoidal (Figura 4g). 

O lenho mostra camadas de crescimento pouco distintas, individualizadas por zonas fibrosas 

transversais mais escuras; arranjo difuso; parênquima axial escasso; vasos solitários (77%), 

seguidos de múltiplos de dois (18%), com média de 31, 94 vasos/mm 2 , com diâmetro em torno 

de 90 µm e comprimento médio de 282,5 µm, placa de perfuração simples (Figura 4h); 

pontoações intervasculares alternas e pontoações radiovasculares semelhantes às 

intervasculares em forma e tamanho (Figura 4i). As fibras são espessas com células do tipo 

fusiforme, sem pontoações, não septadas, com comprimento médio de 928,6 µm, espessura 

da parede em média de 6,61 µm, espessura do lume em média 3,25 µm; os raios são 

predominantemente bisseriados (88%), ocorrendo também raios trisseriados (10%) e 

unisseriados (2%) (Figura 4j-k) constituídos por células exclusivamente procumbentes, com 

altura média de 170,8 µm, largura média 10,7 µm e frequência de aproximadamente 

25,68 raios/mm linear (Figura 4l-m).


a 

b 

e 

300µm 

30µm 

c 

d 

f 

6µm 

h 

i 

g 

30µm 30µm 

20µm 

j k l m 

n 

40µm 

o 

300µm 

20µm 

Figura 3a-o. Eletro e fotomicrografias das seções histológicas das estruturas foliares de Vitex agnus-castus L. 

a-d) Vista geral das seções transversais, evidenciando a região da medula (M), córtex (cx), feixes vasculares 

maior (fvM) e menores (fvm): a) pecíolo; b) pulvino; c) peciólulo; d) pulvínulo; e) detalhe das células epidérmicas 

(cep), tricoma tector (tt), tricoma glandular (tg) e colênquima (co). f) Detalhe de tricoma glandular capitado; 

g) Detalhe de tricoma glandular peltado; h-i) Feixes vasculares menores (fvm); j-m) Elementos celulares presentes 

nos feixes vasculares: j) fibra; k-m) elemento de vaso; k) espessamento parietal helicoidal; l-m) espessamento 

parietal pontoado; n) células parenquimáticas presentes na medula e no córtex; o) grãos de amido.


a b c 

300µm 300µm 300µm 

d e f g 

20µm 

80µm 

30µm 

h i j 

100µm 40µm 

100µm 

k l m 

40µm 

100µm 

40µm 

Figura 4a-m. Fotomicrografias das seções histológicas caulinares de Vitex agnus-castus L. (a-g) seções do 

caule herbáceo. (a-f) seções transversais. (a-c) vista geral, evidenciando o formato caulinar e a disposição do 

feixe vascular em torno da medula (M). (a) 1º entrenó. (b) 2º entrenó. (c) 3º entrenó. (d) detalhe do 2º entrenó 

com a presença de colênquima (co), periderme (pr), córtex (cx) e fibras (fb), envolvendo o floema (fl) e xilema 

(xl). (e) detalhe do 3º entrenó com grupos de fibras envolvendo o floema e xilema secundário bem desenvolvido. 

(f) detalhe da placa de perfuração escalariforme. (g) seção longitudinal dos elementos de vaso do xilema com 

espessamento parietal anelar a helicoidal. (h-m) seções do lenho. (h) seção transversal, evidenciando arranjo 

difuso dos vasos (V), camada de crescimento (cc) e raio (R). (i-k) seção longitudinal-tangencial. (i) detalhe das 

pontoações intervasculares alternas. (j) disposição alterna dos raios (R). (k) detalhe das células do raio (cr) e 

das fibras (fb). (l-m) seção longitudinal-radial. (l) detalhe do corpo do raio dispondo-se transversalmente aos 

vasos (V). (m) células procumbentes do raio.


DISCUSSÃO 

Vitex agnus-castus apresentou características morfoanatômicas que reforçam sua posição em 

Lamiaceae e outras que foram específicas à espécie. Comuns à família estão as folhas compostas 

e opostas mencionadas por Souza e Lorenzi (2008) para Vitex L., caracteres estes relatados em 

Vitex negundo L., V. cymosa Bertero ex Spreng. e V. scabra Wall. ex Schauer. (CHANTARANOTHAI; 

KOOMGRATOK; SIMPSON, 2004). 

A ocorrência de tricomas tectores e glandulares foi também considerada por Ascensão, Marques 

e Pais (1995) e Ascensão, Mota e Castro (1999) como outra importante referência à família. Embora 

estudos de Dogan e Kozuharova (2008) sobre V. agnus-castus relatarem apenas a ocorrência de 

tricomas tectores, essa pesquisa averiguou, além desses, tricomas glandulares nas variações 

capitadas e peltadas nos dois órgãos estudados. Considera-se uma das hipóteses que explicariam 

a lacuna nos estudos dos autores, o uso inadequado de fixador, uma vez que nesta investigação 

os tricomas glandulares foram melhor preservados em amostras fixadas em FNT, em relação ao 

FAA. Um possível equívoco na identificação do táxon pode ser considerado como outra causa 

provável para a ausência dos glandulares no estudo de Dogan e Kozuharova (2008). 

Ainda em relação aos apêndices epidérmicos, os estômatos anomocíticos localizados 

exclusivamente na face abaxial corroboram a afirmação feita por Metcalfe e Chalk (1950), de 

que a maioria das espécies de Lamiceae, sobretudo aquelas pertencentes ao gênero Vitex, 

posuem essa classificação estomática. 

Nesse estudo, a hipoderme foi tida como provável, por não terem sido realizados estudos 

ontogenéticos que comprovassem a origem das células. Porém, de acordo com Metcalfe e 

Chalk (1950), esse tecido é comum em Vitex, o que foi confirmado em V. agnus-castus por 

Dogan e Kozuharova (2008). A presença de colênquima angular/anelar, mesofilo dorsiventral 

com pouco parênquima lacunoso e nervuras secundárias com bainha de extensão são outros 

caracteres associados às espécies do gênero. 

As descrições de pulvino e pulvínulo são inéditas para V. agnus-castus e raras para outros 

representantes da família Lamiaceae. Sendo assim, os resultados encontrados serão comparados 

à estrutura do pecíolo e peciólulo. Diferenciando-se do pecíolo, o pulvino possui o córtex mais 

desenvolvido em relação à medula, característica comum para a estrutura, conforme Rodrigues 

e Machado (2006). De acordo com Rodrigues e Machado (2004), as fibras conferem uma maior 

rigidez ao feixe vascular. Assim, a pouca lignificação ou ausência de fibras em torno do feixe 

vascular do peciólulo e pulvínulo, respectivamente, provocam uma maior flexibilidade a essa 

região da folha. Esses mesmos autores revelaram que grãos de amido encontrados nas camadas


corticais indicam a função de reserva. Como característica comum, todas apresentam traços 

foliares à Lamiaceae e descritos por Azimi et al. (2006) em estudos peciolares de outras espécies 

do gênero Vitex, como V. negundo L. e V. trifolia L. 

De acordo com os padrões de Metcalfe e Chalk (1950), o formato quadrangular do caule 

herbáceo condiz com outras espécies de Lamiaceae. Esses autores alegaram que esse formato 

se deve a um considerável desenvolvimento de colênquima nas porções laterais do órgão. 

Adicionalmente, supõem-se que em V. agnus-castus o desenvolvimento do xilema iniciado 

nos ângulos contribui para o formato quadrangular do caule, tendo em vista que após o 

tecido condutor adquirir um desenvolvimento radialmente uniforme, o formato do caule 

passou a ser circular. No entanto, não se pode confirmar esta hipótese sem realizar o estudo 

ontogenético do mesmo. 

A periderme evidenciada a partir do segundo entrenó caracteriza o que Metcalfe e Chalk (1950) 

denominaram de periderme precoce. De acordo com a classificação desses mesmos autores, a 

periderme demonstrada em V. agnus-castus pode ser reconhecida como superficial/ 

subepidérmica, pois o felogênio se instala abaixo das células derivadas externas, que se 

apresentam volumosas e alongadas no sentido anticlinal, as quais se diferenciam em felema 

(súber), semelhante ao observado no caule de Eugenia uniflora L., Myrtaceae (FIUZA et al., 

2008). 

O feixe vascular condiz com as informações referentes à Lamiaceae, e foi igualmente relatado 

em Leonurus sibiricus L. (DUARTE; LOPES, 2005), Hedeoma multiflora Benth., Hyptis lappaceae 

Benth., Salvia pallida Benth., S. procurrens Benth. (NOVOA; MONTI; VIZCAÍNO, 2005), 

Plectranthus neochilus Schltr. (DUARTE; LOPES, 2007) e Hyptidendron canum (Pohl ex Benth.) 

Harley (FIUZA et al., 2010). 

A estrutura anatômica do lenho dos caules de V. agnus-castus concorda, em termos gerais, 

com a descrição prévia realizada para o gênero por Metcalfe e Chalk (1950). Porém, não foram 

encontradas referências na literatura que pudessem justificar valores diferenciais para tais 

características no lenho de outros representantes de Lamiaceae. Contudo, no lenho, o arranjo 

difuso dos vasos ratifica os relatos de Alves e Angyalossy-Alfonso (2000) sobre a habitual 

presença desse tipo de arranjo em angiospermas tropicais. Esses mesmos autores afirmaram 

que vasos solitários, como os encontrados nesse estudo, são frequentes em espécies 

pertencentes a ambientes homogêneos. Para Prata e Mendonça (2009), esse tipo de ambiente 

pode ser reconhecido quando em uma região não há oscilações climáticas, ou seja, as amplitudes 

térmicas e a umidade do ar não apresentam alterações bruscas ao longo do ano, como é o caso 

da região amazônica.


O parênquima axial escasso descrito em V. agnus-castus, contrapõe Alves e Angyalossy-Alfonso 

(2000), pois estes alegaram que o parênquima axial abundante é uma característica do xilema 

secundário de espécies pertencentes a regiões tropicais de baixas latitudes, como o Norte e o 

Nordeste do Brasil. 

Com relação à placa de perfuração, foram encontradas, neste estudo, placas simples e 

escalariformes, embora muito raramente no lenho dos caules de V. agnus-castus. Placas simples 

e múltiplas (escalariformes a reticuladas), também foram obsevadas por Goulart e Marcati 

(2008) no lenho de caules e raízes de Lippia salviifolia (Verbenaceae). Segundo Wheeler e Bass 

(1991), placas de perfuração múltiplas nos vasos do lenho podem ser importantes em ambientes 

sazonais, já que retêm bolhas de ar, evitando assim embolismos, e também favorecem a 

dissolução das bolhas que poderiam dificultar a condução hídrica nos períodos desfavoráveis. 

CONCLUSÃO 

Os caracteres morfoanatômicos dos órgãos vegetativos aéreos descritos em Vitex agnus-castus 

contribuem para o conhecimento do táxon. Preenchem lacunas existentes nas descrições 

anatômicas da espécie, principalmente por constatar a existência de tricomas glandulares que 

não haviam sido mencionados em estudos anteriores. Além disso, oferecem dados inéditos 

como à descrição anatômica do pulvino, pulvínulo e lenho do caule. 


Os autores agradecem ao CNPq, pelo apoio financeiro, e ao Museu Paraense Emílio Goeldi 

(MPEG), pelas instalações cedidas. 

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Composição química dos óleos essenciais de plantas 

aromáticas comercializadas no Ver-o-Peso 



INTRODUÇÃO 

No estado do Pará existe uma expressiva flora aromática, com espécies importantes para a 

perfumaria, que já tiveram forte participação na pauta de exportações deste estado, tais como 

pau-rosa (Aniba rosaeodora Ducke), cumaru [Dipetryx odorata (Aubl.) Willd.], breu-branco 

(Protium spp.) e copaíba (Copaifera spp.). Além das espécies nativas, algumas das espécies 

exóticas e aclimatadas que são cultivadas no Pará vêm sendo gradativamente incorporadas em 

perfumes e cosméticos, tais como o estoraque (Ocimum americanum L.), em cujo óleo essencial 

predomina o (E)-cinamato de metila; a catinga-de-mulata (Aeollanthus suaveolens Mart. ex 

Spreng.), que produz um óleo rico em linalol; a priprioca (Cyperus articulatus L.) e o jambu 

[Acmella oleracea (L.) R. K. Jansen]. Na década de 1980, foram registradas 352 espécies 

aromáticas, distribuídas em 63 famílias botânicas, que ocorrem na forma silvestre ou que são 

cultivadas na Amazônia, incluindo as nativas e exóticas ou aclimatadas (BERG; SILVA; SILVA, 

1986). Após duas décadas, a composição química dos óleos de 339 espécies aromáticas que 

ocorrem na Amazônia foi caracterizada (MAIA; ANDRADE, 2009). Várias dessas espécies são 

comercializadas no Complexo do Ver-o-Peso, local de convergência das plantas cultivadas por 

pequenos agricultores locais, assim como das amostras colhidas nas áreas de floresta próximas 

a Belém. Considerando que a composição química de alguns óleos essenciais produzidos pelas 

espécies comercializadas nesse local ainda não foi caracterizada e nem reunida em um só 

documento, e que a mesma pode variar em função do local de desenvolvimento da planta e 

outros fatores, o objetivo deste trabalho foi caracterizar a composição química dos óleos 

essenciais das espécies comercializadas no Complexo do Ver-o-Peso, Belém-PA. 


Amostras botânicas 

As amostras botânicas foram adquiridas no Complexo do Ver-o-Peso e em hortas de agricultores 

locais, no período de 2002 a 2004. As exsicatas foram depositadas no Herbário MG, do Museu


Paraense Emílio Goeldi (Tabela 1). As amostras para extração de óleo essencial foram secas por 

um período de sete dias, sobre telas de plástico, em sala equipada com ar-condicionado (T de 

aproximadamente 21 o C) e desumidificador, e moídas em moinho de facas. 

Extração dos óleos essenciais 

Os óleos foram obtidos por hidrodestilação durante 3 horas, em sistemas de vidro do tipo 

Clevenger, utilizando sistema de refrigeração para manutenção da água de condensação em 

torno de 15 o C. Os óleos obtidos foram centrifugados a 3.000 r.p.m. durante 5 min, 

desidratados com Na 2 

SO 4 

anidro, e novamente centrifugados nas mesmas condições. As 

amostras para análise por cromatografia gasosa foram preparadas imediatamente após a 

segunda centrifugação, numa proporção de 2 µL do óleo/1 mL de hexano. O rendimento de 

óleo foi calculado em mL/100g de amostra seca. 

Análise da composição química 

A composição química foi obtida por cromatografia em fase gasosa/espectrometria de massas 

em sistema Shimadzu QP-2010 Plus e Finnigan Mat INCOS XL equipados com coluna capilar 

de sílica Rtx-5MS e DB-5MS (30 m x 0,25 mm x 0,25 µm de espessura de filme), respectivamente. 

Hélio foi utilizado como gás de arraste com fluxo de 1,2 mL/min; a programação de temperatura 

do forno foi 60-240 o C (3 o C/min). Para o sistema Shimadzu a injeção foi sem divisão de fluxo 

(1 µL de óleo da solução hexânica) e as temperaturas do injetor e da interface foram 250 o C. 

Para o sistema Finnigan a temperatura do injetor foi 220 o C. O espectrômetro de massas foi 

operado por impacto de elétrons a 70 eV e a temperatura da fonte de íons 200 o C. A identificação 

foi feita através da comparação dos espectros de massas e índices de retenção (IR) com os 

existentes na biblioteca NIST-05 do sistema e da literatura (ADIO, 2005; YAYLI et al., 2005; 

ADAMS, 2007; LAGO et al., 2007). Os IR foram obtidos utilizando a série homóloga dos 

n-alcanos C8–C26 (Fluka S.A.) nas mesmas condições cromtográficas e calculados através do 

software do sistema. 

RESULTADOS 

Na Tabela 1 encontram-se relacionados os principais nomes populares adotados pelos feirantes 

do Complexo do Ver-o-Peso, o nome científico e a família botânica, e o número do registro do 

herbário MG da amostra analisada.


Tabela 1. Nome popular, nome científico, família botânica, número de registro no Herbário MG, rendimento de óleo (%) e órgão da planta do 

qual foi extraído óleo essencial das espécies aromáticas comercializadas no Ver-o-Peso, no período de 2002 a 2004. 

Nome popular Nome científico Família MG % Órgão 

Abre-caminho Justicia pectoralis Jacq. Acanthaceae 167.606 < 0,05 PA 

Alecrim-de-angola Vitex agnus-castus L. Lamiaceae 167.596 0,57 FC 

Alfavaca Ocimum campechianum Mill. Lamiaceae 167.603 2,34 PA 

Alfavacão Ocimum gratissimum L. Lamiaceae 167.600 1,99 PA 

Alfazema Aloysia oblanceolata Moldenke Verbenaceae 175.124 1,32 PA 

Anador Plectranthus barbatus Andrews Lamiaceae 182.864 0,14 F 

Anjo-da-guarda Croton sacaquinha Croizat Euphorbiaceae 167.619 0,41 FC 

Arataciú Sagotia racemosa Baill. Euphorbiaceae s.r. 0,69 RA 

Aroeira Schinus terebinthifolia Raddi Anacardiaceae 167.585 0,21 FC 

Arruda Ruta graveolens L. Rutaceae 167.605 1,03 PA 

Artemisia Ambrosia microcephala DC. Asteraceae 69.732 0,10 PA 

Bastão-do-imperador Etlingera elatior (Jack) R. M. Smith Zingiberaceae 165.541 0,90 FL 

Beliscão Bacopa monnierioides (Cham.) B. L. Rob. Plantaginaceae 167.599 0,58 PA 

Borboleta Hedychium coronarium J. König Zingiberaceae 175.144 0,37/0,20 RI/PA 

Breu-branco Protium sp. Burseraceae s.r. 4,65 RE 

Caapeba Piper peltatum L. Piperaceae s.r. 0,24 F 

Canela Cinnamomum verum J. Pressl Lauraceae 167.623 1,20 F/C 

Capim-santo Cymbopogon citratus (DC.) Stapf. Poaceae 167.632 1,85 PA 

Carrapatinho Peperomia rotundifolia (L.) Kunth Piperaceae 167.629 1,11 PI 

Casca-preciosa Aniba canelilla (Kunth) Mez Lauraceae s.r. 1,50 C 

Catinga-de-mulata Aeollanthus suaveolens Mart. ex Spreng. Lamiaceae s.r. 1,39 PA 

Cedro Cedrela odorata L. Meliaceae s.r. 0,26 C 

Chama-lisa e chama-peluda Mentha x piperita L. Lamiaceae 167.601 e 167.659 1,52 PA 

Cibalena Ocimum carnosum (Spreng.) Link & Otto Benth. Lamiaceae s.r. 3,40 F 

Cipó-curimbó Bignonia nocturna (Barb. Rodr.) L. G. Lohmann Bignoniaceae s.r. 0,08 M 

Cipó-de-alho Mansoa standleyi (Steyerm.) A. H. Gentry Bignoniaceae 188.706



qual foi extraído óleo essencial das espécies aromáticas comercializadas no Ver-o-Peso, no período de 2002 a 2004. 


Copaíba Copaifera spp. Fabaceae s.r. s.r. OR 

Cordão-de-frade Leonotis nepetifolia (L.) R. Br. Lamiaceae 167.591 0,08 PI 

Cravo Tagetes erecta L. Asteraceae 167.626 0,45 PA 

Desatrapalha Cassytha filiformis L. Lauraceae 168.800 0,07 PI 

Desempata Sphagneticola trilobata (L.) Pruski Asteraceae 167.608 0,54 PA 

Elixir-paregórico Piper callosum Ruiz & Pav. Piperaceae 167.633 3,18 FC 

Erva-cidreira Lippia alba (Mill.) N. E. Br. Verbenaceae 167.621 0,80 PA 

Erva-de-jabuti Peperomia pellucida (L.) Kunth Piperaceae s.r. 1,10 PI 

Estoraque Ocimum americanum L. Lamiaceae 167.638 1,30 PA 

Eucalipto Eucalyptus globulus Labill. Myrtaceae 175.187 0,75 F 

Fedegoso Heliotropium indicum L. Boraginaceae 167.628 < 0,05 PI 

Gengibre Zingiber officinale Roscoe Zingiberaceae 175.197 0,34 RI 

Hortelã-de-panela Mentha spicata L. Lamiaceae 175-201 0,66 PA 

Hortelã-do-maranhão Plectranthus amboinicus (Lour.) Spreng. Lamiaceae 167.590 0,30 PA 

Hortelã-pimenta Mentha pulegium L. Lamiaceae s.r. 2,15 PA 

Japana Ayapana triplinervis (M.Vahl) R.M.King & H.Rob. Asteraceae 167.627 0,36 PA 

Jatobá Hymenaea courbaryl L. Fabaceae s.r. 2,97 RE 

Lençol-de-santa-bárbara Piper marginatum Jacq. Piperaceae 175.168 0,64 FC 

Losna Artemisia vulgaris L. Asteraceae 167.604 0,48 PA 

Macacaporanga Aniba parviflora (Meisn.) Mez Lauraceae 168.721 0,58 FC 

Macela Pluchea sagittalis (Lam.) Cabrera Asteraceae 175.150 0,28 PA 

Malva-rosa Pelargonium graveolens L’Hér. Geraniaceae 167.620 0,30 PA 

Mangarataia Curcuma longa L. Zingiberaceae s.r. 0,39 RI 

Manjericão Ocimum cf. x citriodorum Vis. Lamiaceae 167.657 3,30 F 

Manjericão-da-folha-miúda Ocimum minimum L. Lamiaceae 167.602 1,12 PA 

Manjerona Lippia thymoides Martius ex Schauer Verbenaceae 167.584 0,71 FC 

Mastruz Dysphania ambrosioides (L.) Mosyakin & Clemants Amaranthaceae s.r. 1,88 PA 

Oriza Pogostemon heyneanus Benth. Lamiaceae 167.589 1,29 PA



qual foi extraído óleo essencial, das espécies aromáticas comercializadas no Ver-o-Peso no período de 2002 a 2004. 


Pacova-catinga Renealmia sp. Zingiberaceae 167.631 < 0,05 PA 

Pataqueira Conobea scoparioides (Cham. & Schltdl.) Benth. Plantaginaceae 167.582 1,46 PA 

Patchuli Chrysopogon zizanioides (L.) Roberty Poaceae 175.154 0,83 RA 

Pau-de-angola Piper alatipetiolatum Yunck. Piperaceae 167.624 1,63 FC 

Pau-rosa Aniba rosaeodora Ducke Lauraceae 175.173 2,53/2,33 F/C 

Pimenta-longa Piper aduncum L. Piperaceae 177.971 0,50 FC 

Pluma Tanacetum vulgare L. Asteraceae s.r. 0,41 PA 

Priprioca Cyperus articulatus L. Cyperaceae 167.612 0,55 RI 

Pripriocão Cyperus prolixus Kunth Cyperaceae 167.611 0,68 RI 

Priprioquinha Cyperus rotundus L. Cyperaceae 168.784 0,35 RI 

Sacaca Croton cajucara Benth. Euphorbiaceae 177.964 0,22 FC 

Salva-do-marajó Hyptis crenata Pohl Lamiaceae 175.136 1,03 PA 

Trevo-são-joão Unxia camphorata L. f. Asteraceae 167.607 0,15-1,66 F,C,I,RA 

Vassourinha Scoparia dulcis L. Plantaginaceae 182.859 0,13 PA 

Vick Mentha arvensis L. Lamiaceae 104.929 0,06 PA 

Vindicá Alpinia zerumbet (Pers.) B.L.Burtt & R.M.Sm. Zingiberaceae 165.577 0,68/0,20 F/C 

Vindicá-levante Alpinia purpurata (Viell.) K. Schum. Zingiberaceae 104.868 0,04/


Foram obtidos óleos essenciais de amostras de folhas, raízes, partes aéreas, rizomas, caules ou 

resinas de 75 espécies aromáticas comercializadas no Complexo do Ver-o-Peso. Os maiores 

rendimentos (≥ 1 %) foram obtidos da alfavaca, alfavacão, alfazema, arruda, breu-branco, canela, 

capim-santo, carrapatinho-da-laranjeira, catinga-de-mulata, chama, cominho, elixir-paregórico, 

erva-de-jabuti, estoraque, hortelã-pimenta, manjericão, manjericão-da-folha-miúda, oriza, 

pataqueira, pau-de-angola, salva-do-marajó e trevo-são-joão (Tabela 1). As famílias mais 

representativas em número de espécies foram Asteraceae (8 spp.), Lamiaceae (17 spp.), 

Zingiberaceae (8 spp.) e Lauraceae (5 spp.). 

Óleos da família Asteraceae: Ambrosia microcephala, Artemisia vulgaris, Ayapana triplinervis, 

Pectis elongata, Pluchea sagittalis, Sphagneticola trilobata, Tagetes erecta, Tanacetum vulgare, 

Unxia camphorata 

β-Bisaboleno (18,8%), β-himachaleno (13,0%) e acetato de bornila (12,8%) foram os 

constituintes predominantes no óleo da parte aérea da artemisia (Ambrosia microcephala). 

No óleo da parte aérea da losna (Artemisia vulgaris), os principais constituintes foram 

germacreno D (32,33%), cis-tujona (27,89%) e β-cariofileno (18,78%). De acordo com a 

literatura, ocorre grande variabilidade intraespecífica da composição química dos óleos dessa 

espécie, com predominância de acetato de crisantenila, trans-tujona e 1,8-cineol no norte da 

Lituânia (JUDZENTIENË; BUZELYTË, 2006), isobutirato de isobornila e β-pineno no Irã (TAJADOD 

et al., 2012), e cis-tujona na Turquia (BAYKAN EREL et al., 2012). 

No óleo da parte aérea da japana-branca (Ayapana triplinervis), o constituinte majoritário foi o 

2,5-dimetóxi-p-cimeno (34,63%), além de β-pineno (13,82%) e α-pineno (9,53%). 2,5-Dimetóxip-cimeno 

também foi o principal constituinte dos óleos de A. triplinervis (citada como 

Eupatorium triplinerve) do estado do Amapá (MAIA et al., 1999) e da Índia (GARG; NIGAM, 

1970). No óleo obtido de outra amostra da Índia foi identificado selina-4(15),7(11)-dien-8-ona 

e β-cariofileno como principais constituintes do óleo das folhas (GUPTA; CHARLES; GARG, 2004), 

e 2-tert-butil-1,4-metoxibenzeno, no óleo das partes aéreas de A. triplinervis (citada como 

Eupatorium triplinerve) de Bangladesh (Ásia) (BEGUM; BHUIYAN; TAZNIN, 2010). 

No óleo da parte aérea do cominho (Pectis elongata), o principal constituinte foi o perilaldeído 

(39,51%). Nos óleos obtidos de amostras de P. elongata da Martinica, os principais constituintes 

foram neral (15,65-27,4%), geranial (24,56-40,15%) e ácido gerânico (5,00-19,88%), cujos teores 

dependeram do estágio de maturidade da planta e do local de coleta (PRUDENT et al., 1995). 

Três amostras de P. elongata também obtidas no estado do Pará e uma no estado do Amapá 

forneceram óleos ricos em aldeído perílico (51,7/64, 6/81,8%) e limoneno nas duas primeiras 

(43,7 e 33,7%) (SILVA; ANDRADE; MAIA, 2005).


No óleo da macela (Pluchea sagitallis), germacreno D (25,59%), β-cariofileno (12,85%) e 

biciclogermacreno (10,89%) foram os componentes majoritários. No óleo de duas amostras 

de P. sagitallis (citada como P. quitoc) do Rio Grande do Sul, os principais constituintes foram 

acetato de lavandulila, sesquilavandulol e α-gurjuneno (SIMIONATTO et al., 2007a). Folhas 

frescas forneceram óleo rico em δ-cadineno e 1,8-cineol (ARRIAGA et al., 2006). 

No óleo da parte aérea da planta conhecida por desempata (Sphagneticola trilobata) foi 

detectado alto teor de α-pineno (72,90%), diferindo do óleo das folhas de um espécime do 

estado do Ceará, no qual os principais constituintes foram limoneno, γ-muuroleno e β-pineno 

(CRAVEIRO et al., 1993). 

Piperitona (36,33%) foi o componente majoritário do óleo da parte aérea do cravo (Tagetes 

erecta), além de terpinoleno (14,59%) e limoneno (12,44%). β-Cariofileno, terpinoleno, (E)-βocimeno 

e (Z)-β-ocimeno foram majoritários nos óleos das folhas, caule e flores de T. erecta do 

Irã (SEFIDKON et al., 2004). 

Quatro tipos químicos de Tanacetum vulgare foram identificados nos óleos essenciais coletados 

em Vilnius (Lituânia): Tipo I: cânfora/1,8-cineol, Tipo II: α-tujona/1,8-cineol, Tipo III: 1,8-cineol/ 

cânfora e Tipo IV: artemisia cetona/cânfora (DANUTË; JUDZENTIENE, 2004). Uma amostra da 

parte aérea de uma amostra fértil de T. vulgare adquirida no Ver-o-Peso forneceu óleo dominado 

por β-tujona. 

No óleo das folhas do trevo-são-joão (Unxia camphorata), cânfora (39,97%) foi predominante. 

Na literatura há registro da ocorrência de dois tipos químicos para essa espécie (citada como 

Melampodium camphoratum Baker): o Tipo terpinoleno/limoneno/δ-3-careno (estado do 

Amazonas) e o Tipo α-felandreno/cânfora (estado do Pará) (MAIA et al., 1998a). No Pará, foi 

detectada uma variação do teor de cânfora de zero a 28,8% nos óleos de amostras de flores, 

folhas, caules e raízes coletadas em Belém (BUSMAN et al., 2005). 

Óleos da família Bignoniaceae: Bignonia nocturna, Mansoa standleyi 

Benzaldeído (57,82%) é o constituinte predominante do óleo essencial da madeira do tronco 

do cipó-curimbó (Bignonia nocturna). Nos óleos dessa espécie [citada como Tanaecium 

nocturnum (Barb. Rodr.) Bureau & K. Schum.] o teor de benzaldeído pode representar até 96% 

do total do óleo da madeira do tronco (GOTTLIEB et al., 1981; PIMENTEL et al., 2008). 

O óleo essencial das folhas de nove amostras do cipó-de-alho (Mansoa standleyi) coletadas no 

nordeste paraense (Ananindeua, Belém, Santo Antônio do Tauá, Acará) não diferiu 

significativamente quanto a sua composição química: os principais constituintes foram dissulfeto 

de dialila (42,15-65,25) e trissulfeto de dialila (7,47-42,18), além de 1-octen-3-ol (0,22-13,46) e


ditiaciclopenteno (zero-9,97) (ZOGHBI; PEREIRA; OLIVEIRA, 2012). Dissulfeto e trissulfeto de 

dialiala têm sido encontrados como componentes majoritários dos óleos de M. alliacea (Lam.) 

A. H. Gentry por diversos pesquisadores (APPA RAO et al., 1978; ZOGHBI et al., 1984; GANAPATY; 

BEKNAL, 2004; ABU-LAFI et al., 2004). 

Óleos da família Cyperaceae: Cyperus articulatus, Cyperus prolixus, Cyperus rotundus 

Nos óleos dos rizomas da priprioca (Cyperus articulatus var. articulatus), os principais constituintes 

foram α-pineno (5,7-12,3%), óxido de cariofileno (4,6-10,8%) e mustacona (9,8-14,5%); 

composição similar foi obtida para o óleo da variedade C. articulatus var. nodosus: α-pineno (4,7- 

11,9%), óxido de cariofileno (5,4-13,7%) e mustacona (6,6-14,5%) (ZOGHBI et al., 2008). 

Nos óleos do pripriocão (Cyperus prolixus), os principais constituintes foram óxido de cariofileno 

(6,9-26,8%), 14-hidróxi-9-epi-β-cariofileno (9,6-16,7%) e α-ciperona (13,5-20,6%) (ZOGHBI et 

al., 2008). 

Ciperotundona (12,1%) e α-ciperona (22,8%) foram predominantes no óleo da priprioquinha 

(Cyperus rotundus) (ZOGHBI et al., 2008). Nos óleos dos rizomas de dois tipos (vermelho e 

preto) de C. articulatus da Nigéria, os principais constituintes foram ciperotundona e piperitona 

(tipo vermelho) e cedrol e guaia-5-en-11-ol (OLAWORE et al., 2006). 

Óleos da família Euphorbiaceae: Croton cajucara, Croton sacaquinha, Sagotia racemosa 

O principal constituinte do óleo de sacaca (Croton cajucara) foi o linalol (38,21%). No óleo de 

uma amostra de C. cajucara coletada em Tucuruí-PA, além de linalol, também foi detectado 

germacreno D em teor elevado (MAIA; ZOGHBI; ANDRADE, 2000). 

No óleo obtido da parte aérea da anjo-da-guarda (Croton sacaquinha) os principais constituintes 

foram germacreno D (18,33%), β-elemeno (11,30%) e biciclogermacreno (10,38%). β-Elemeno 

e germacreno D também foram os sesquiterpenos majoritáios presentes no óleo das folhas de 

um espécime do estado do Amazonas (LOPES et al., 2003). 

O óleo do arataciu (Sagotia racemosa) é uma mistura complexa e de difícil identificação, no 

qual não foram detectados constituintes em teor superior a 10%. Na literatura não foram 

encontrados dados referentes à composição química do óleo de S. racemosa. 

Óleos da família Fabaceae: Copaifera sp., Hymenaea courbaril 

No óleo de copaíba (Copaifera sp.) o β-cariofileno (60,37%) foi predominante. β-Cariofileno é 

o sesquiterpeno mais frequentemente encontrado nos óleos de copaíba, e o principal constituinte 

dos óleos de C. duckei, C. glycycarpa, C. multijuga, C. pubiflora e C. reticulata (CASCON; GILBERT,


2000; LAMEIRA et at., 2009; SANT’ANNA et al., 2007; VEIGA-JUNIOR et al., 2007; ZOGHBI et al., 

2009; SOUZA et al., 2010; HERRERO-JÁUREGUI et al., 2011). 

Germacreno D (31,9%) e β-cariofileno (27,1%) foram os principais constituintes do óleo da 

casca do fruto verde de H. courbaril, enquanto α-copaeno (11,1%) e espatulenol (10,1%) foram 

majoritários no óleo da casca do fruto maduro (AGUIAR et al., 2010). 

Óleos da família Lamiaceae: Aeollanthus suaveolens, Hyptis crenata, Leonotis nepetifolia, 

Mentha x piperita, M. pulegium, M. spicata, Ocimum americanum, O. campechianum, O. 

carnosum, O. x cf. citriodorum, O. gratissimum, O. minimum, Plectranthus amboinicus, 

Plectranthus barbatus, Pogostemon heyneanus, Vitex agnus-castus 

No óleo da parte aérea da catinga-de-mulata (Aeollanthus suaveolens), os principais constituintes 

foram linalol (25,58%), (E)-β-farneseno (15,58%) e 5,6-diidro-6-nonil-2H-piran-2-ona (12,10%). 

Linalol, (E)-β-farneseno e massoialactona foram os principais constituintes dos óleos de A. 

suaveolens previamente estudados (MAIA; ZOGHBI; ANDRADE, 2003; TUCKER; MACIARELLO, 

2001; MONTEIRO et al., 2005; SIMIONATTO et al., 2007b). O teor dos principais constituintes do 

óleo dessa espécie varia em função do período de floração da planta: linalol (23,3-49,1%), 

(E)-β-farneseno (30,2-60,6%), massoialactona (1,78-18,2%), assim como a proporção de (-)-linalol/ 

(+)-linalol (4:1-3:1) (MONTEIRO et al., 2005). Amostras de folhas e flores de A. suaveolens coletadas 

em São Vicente-RS forneceram óleos ricos em linalol [folha: (-)-linalol = 22,5%, (+)-linalol 12,0%]; 

flor: (-)-linalol = 21,6%, (+)-linalol 14,3%], (E)-β-farneseno (folha: 25,4%; flor: 29,1%) e 

(-)-massoialactona (folha: 25,9%; flor: 17,0%) (SIMIONATTO et al., 2007b). 

Carvacrol (66,24%) foi o principal constituinte do óleo do anador (Plectranthus barbatus), além 

de β-cariofileno (10,44%) e γ-terpineno (10,36%). β-Cariofileno foi o principal constituinte 

identificado no óleo essencial das folhas de P. barbatus (citada como Coleus barbatus) obtidas 

no município de Melgaço-PA (ANDRADE et al., 2002). 

Os monoterpenos 1,8-cineol (16,99%), δ-3-careno (14,08%), α-pineno (12,73%) e β-pineno 

(10,66%) foram os principais constituintes do óleo da salva-do-marajó (Hyptis crenata). 

α-Pineno, cânfora e 1,8-cineol foram os principais constituintes identificados nos óleos de 

H. crenata coletada no estado de Mato Grosso do Sul (SCRAMIN et al., 2000). No óleo obtido 

das folhas e caules de Porto Nacional-TO e São Sebastião da Boa Vista-PA, o principal constituinte 

foi o terpinoleno (ZOGHBI et al., 2002); 1,8-cineol foi predominante no óleo das folhas de uma 

mostra adquirida no município de Melgaço-PA (ANDRADE et al., 2002). 

No óleo da parte aérea do cordão-de-frade (Leonotis nepetifolia), β-cariofileno (9,35%) foi o 

componente majoritário, seguido do α-humuleno (6,62%). β-Cariofileno e α-humuleno também


foram os constituintes principais do óleo das folhas de L. nepetifolia da Nigéria (OYEDEJI; 

EKUNDAYO; KÔNIG, 1999). Em uma amostra coletada na Índia, os principais constituintes foram 

acetato de eugenila, piperitona, piperitenona, metil isoeugenol, acetato de citronelila, óxido de 

piperitona e eugenol (THOPPIL; JOSE, 1995). 

Os óleos da chama (Mentha x piperita), um híbrido da M. piperita, foram caracterizados pela 

presença de linalol (chama-lisa: 18,93%; chama-peluda: 29,12%) e acetato de linalila (chamalisa: 

13,05%; chama-peluda: 12,05%). 

No óleo da hortelã-pimenta (Mentha pulegium), o constituinte predominante foi a pulegona 

(49,28%). Pulegona também foi o principal constituinte do óleo de M. pulegium da Índia 

(AGNIHOTRI et al., 2005) e do Uruguai (LORENZO et al., 2002). Entretanto, no óleo de uma 

amostra coletada na Áustria, o principal constituinte foi piperitona (ZWAVING; SMITH, 1971), 

indicando a existência de tipos químicos. 

No óleo da parte aérea da hortelãzinho (Mentha spicata), o óxido de piperitenona (26,24%) e 

limoneno (10,19%) foram os componentes majoritários. Óxido de piperitenona (52,3%) também 

foi detectado como majoritário no óleo de M. spicata de Cuba (PINO; ROSADO; SÁNCHEZ, 

1998). Outros tipos químicos de M. spicata foram encontrados na Índia e no Irã (Tipo carvona) 

(CHOWDHURY et al., 2007; CHAUHAN et al., 2009), e na Tunísia (Tipo mentona) (DHIFI et al., 

2012). 

O óleo do estoraque (Ocimum americanum) foi caracterizado pela presença de (E)-cinamato 

de metila (34,60%) em alto teor. Folhas, caules, inflorescências e planta inteira de O. americanum 

(citado como O. micranthum Willd.) cultivado no Pará forneceram óleos com (E)-cinamato de 

metila variando de 34,6 a 56,7%, e rendimento de 4,3% de óleo nas folhas (ROSAS et al., 2005). 

No óleo da parte aérea da alfavaca (Ocimum campechianum), metileugenol (63,68%) e eugenol 

(23,09%) foram predominantes. Estudo prévio de quatro amostras de O. campechianum 

cultivadas no Pará levou à caracterização de três quimiotipos para a espécie: 1) Tipo elemicina, 

2) Tipo eugenol e 3) Tipo metileugenol (ZOGHBI et al., 2007). No óleo das folhas de uma amostra 

da Colômbia, o principal constituinte encontrado foi metileugenol (VIÑA; MURILLO, 2003). 

O óleo da cibalena (Ocimum carnosum) foi dominado por metilchavicol (57,13%). trans-Anetol 

e metilchavicol foram os principais constituintes do óleo de O. carnosum (citado como O. selloi) 

de Botucatu-SP (MORAES et al., 2002). O óleo de dois acessos da coleção de germoplasma da 

Universidade Federal de Viçosa-MG, levou à caracterização de dois tipos químicos: 1) Tipo 

estragol; e 2) Tipo metileugenol (MAIA et al., 2007). Metilchavicol também foi o constituinte 

majoritário dos óleos obtidos de cinco amostras das folhas de O. carnosum (citado como O. 

selloi) comercializado no Rio de Janeiro (MARTINI et al., 2011).


O óleo do manjericão (Ocimum cf. x citriodorum) foi rico em metilchavicol (55,79%), linalol 

(16,50%) e 1,8-cineol (11,32%). De acordo com Paton e Putievsky (1996), Ocimum x citriodorum 

é um híbrido natural de O. basilicum L. e O. minimum L. Essa espécie é cultivada principalmente 

no bairro do Curuçambá, em Ananindeua-PA. 

A espécie Ocimum gratissimum ocorre em duas variedades botânicas: O. gratissimum var. 

macrophyllum e O. gratissimum var. gratissimum. A variedade macrophyllum é comercializada 

no Ver-o-Peso, e cultivada em municípios próximos a Belém, tais como Ananindeua, Igarapé- 

Miri e Barcarena. No óleo do alfavacão (O. gratissimum var. macrophyllum), os principais 

componentes foram timol (44,44%), γ-terpineno (29,92%) e p-cimeno (12,82%). Essa espécie 

apresenta alta variabilidade na composição química dos seus óleos essenciais: timol (PINO; 

ROSADO; FUENTES, 1996); eugenol (SIMON et al., 1999), cinamato de etila (DUBEY et al., 2000), 

eugenol/metileugenol (VOSTROWSKY et al., 1990) e geraniol (VIEIRA et al., 2001). No Pará, 

foram caracterizados dois tipos químicos para a variedade macrophyllum: o tipo timol/γterpineno 

e o tipo 1,8-cineol/p-cimeno (ZOGHBI et al., 2007). 

No óleo do manjericão-da-folha-miúda (Ocimum minimum), o principal constituinte foi o 

metilchavicol (49,35%), além de linalol (15,24%), 1,8-cineol (13,87%) e limoneno (11,11). No 

óleo de um espécime da Turquia, acetato de geranila foi predominante (ÖZCAN; CHALCHAT, 

2002). Linalol foi o principal constituinte do óleo das folhas de amostras de O. minimum 

cultivadas por hidroponia (FERNANDES et al., 2004). 

Carvacrol (66,24%) foi o componente majoritário do óleo da hortelã-do-maranhão 

(Plectranthus amboinicus). Carvacrol e timol foram detectados em teor elevado no óleo das 

folhas de um espécime da Índia (SENTHILKUMAR; VENKATESALU, 2010; MANJAMALAI; 

ALEXANDER; BERLIN GRACE, 2012) e carvacrol e cânfora em um espécime da África (GURIB- 

FAKIM et al., 1995). 

Álcool de patchouli (21,35%) foi o componente majoritário do óleo das folhas e caules da oriza 

(Pogostemon heyneanus). O teor do álcool de patchouli pode variar em função de diversos 

fatores: nos óleos de duas amostras de P. heyneanus coletadas em Belém e Benfica-PA, ocorreu 

em 67,2% e 19,6%, respectivamente (MAIA et al., 2000), e 21,9% no óleo de amostra cultivada 

por produtores da região de Belém-PA (SOUZA-FILHO et al., 2009). 

1,8-Cineol (43,32%) foi o componente principal da parte aérea do alecrim-de-angola (Vitex 

agnus-castus). 1,8-Cineol também foi o componente majoritário do óleo de V. agnus-castus da 

Nigéria e da Itália (EKUNDAYO et al.; 1990; SENATORE; DELLA PORTA; REVERCHON, 1996; 

GALLETTI; RUSSO; BOCCHINI, 1996). Entretanto, no óleo das folhas de outro espécime da Nigéria, 

β-pineno foi o principal constituinte (HAMID et al., 2010). Sabineno, 1,8-cineol e (E)-β-ocimeno


foram os monoterpenos mais abundantes do óleo das folhas, flores e frutos de um espécime 

cultivado em Belém-PA, cujo teor variou em função do órgão da planta (ZOGHBI; ANDRADE; 

MAIA, 1999). Alta variação intraespecífica também foi observada por Sorensen e Katsiotis (1999) 

para sabineno, 1,8-cineol, (E)-β-farneseno e α-pineno em amostras coletadas em Creta (Grécia). 

Óleos da família Lauraceae: Aniba canelilla, Aniba parviflora, Aniba rosaeodora, Cassytha 

filiformis, Cinnamomum verum 

O óleo essencial da casca-preciosa (Aniba canelilla) contém principalmente 1-nitro-2-feniletano 

e metileugenol (GOTTLIEB; MAGALHÃES, 1959; MORAIS et al., 1972; OGER et al., 1994; TAVEIRA 

et al., 2003; LIMA et al., 2004), cujo teor depende do tipo de solo e do período de coleta (TAVEIRA 

et al., 2003). 

No óleo das folhas e caules da macaporanga (Aniba parviflora), o principal constituinte foi o 

linalol (53,60%), seguido do espatulenol (15,44%). No óleo das folhas e caule de A. parviflora 

(citada como Aniba fragrans) coletada em Curuá-Una, Santarém-PA, além de linalol (32,4%) e 

espatulenol (19,1), limoneno (14,5) também foi detectado como constituinte majoritário (MAIA; 

ZOGHBI; ANDRADE, 2000). 

O componente majoritário do óleo de pau-rosa (Aniba rosaeodora) é o linalol: no óleo do 

caule de uma amostra de Santarém-PA, o teor de linalol foi 89,93%, enquanto no óleo da folha 

foi de 51,75%. Linalol (79,0%) foi majoritário no óleo das folhas de um espécime coletado em 

Curuá-Una, no município de Santarém-PA (MAIA; ZOGHBI; ANDRADE, 2000). 

No óleo da planta inteira da desatrapalha (Cassytha filiformis), safrol (33,31%) e espatulenol 

(16,49%) foram predominantes. Na literatura não foram encontrados dados referentes ao óleo 

essencial de C. filiformis. 

Os óleos essenciais das folhas e caules da canela-macho e da canela-fêmea (Cinnamomum 

verum) não diferiram muito: nos óleos das folhas, o principal constituinte foi o eugenol 

(63,96% e 56,43%, respectivamente) e nos óleos dos caules [(E)-cinamaldeído: 35,15%; (E)- 

acetato de cinamila (17,25%) e (E)-cinamaldeído: 20,23%; (E)-acetato de cinamila (31,52%, 

respectivamente)]. Os óleos essenciais de C. verum (citada como C. zeylanicum Blume) 

apresentam grande variabilidade química, sendo conhecidos pelo menos cinco quimiotipos: 

Tipo eugenol (SENANAYAKE; LEE; WILLS, 1978), Tipo (E)-cinamaldeído (SENANAYAKE et al, 

1978; BERNARD et al., 1989; MÖLLENBECK et al., 1997), Tipo benzoato de metila (RAO; 

PAUL; DUTRA, 1988), Tipo linalol (JIROVETZ et al., 2001) e Tipo cânfora (SENANAYAKE; 

LEE; WILLS, 1978).


Óleos da família Piperaceae: Peperomia pellucida, P. rotundifolia, Piper aduncum, 

P. alatipetiolatum, P. callosum, P. marginatum, P. peltatum 

No óleo da planta inteira da erva-de-jabuti (Peperomia pellucida), dilapiol (17,79%) e 3,4,5- 

trimetoxiestireno (10,787%) foram predominantes. Dilapiol também foi o constituinte 

majoritário do óleo de outro espécime do Pará e também da Nigéria (SILVA et al., 1999; 

OGUNWANDE et al., 2009). 

O carrapatinho-da-laranjeira (Peperomia rotundifolia) forneceu óleo rico em decanal (42,80%) 

e limoneno (39,83%). Nos óleos de amostras de P. rotundifolia coletadas no Pará, limoneno e 

decanal foram os constituintes majoritários (ZOGHBI et al., 2005). 

Dilapiol (70,45%) foi o componente majoritário do óleo da pimenta-longa, como é conhecida 

no Ver-o-Peso a espécie Piper aduncum. Essa espécie, conhecida principalmente por pimentade-macaco, 

produz óleos ricos em dilapiol, cujo teor pode variar significativamente (MAIA et 

al., 1998b; PINO et al., 2004; ANDRADE; GUIMARÃES; MAIA, 2009). 

Um sesquiterpeno com massa igual a 218 (48,40) foi o principal constituinte do óleo do paude-angola 

(Piper alatipetiolatum); 3-isvarona e 3-isvarol foram detectados em teor menor do 

que 0,04%. Isvarona foi majoritário nos óleos de três espécimes de P. alatipetiolatum do nordeste 

do Pará e de Macapá (ANDRADE; GUIMARÃES; MAIA, 2009). 

O componente majoritário do óleo do elixir-paregórico (Piper callosum) foi o safrol (75,59%). No 

Pará, o estudo dos constituintes químicos dos óleos das folhas e ramos finos de oito espécimes 

de P. callosum revelou a ocorrência de dois quimiotipos para a espécie: Tipo safrol e Tipo asarona/ 

miristicina, com predominância do primeiro (ANDRADE; GUIMARÃES; MAIA, 2009). 

Os principais constituintes do óleo do lençol-de-santa-bárbara (Piper marginatum) foram 

δ-3-careno (8,86%), safrol (7,07%) e croweacina (6,83%). Amostras de folhas e ramos finos de 26 

espécimes de P. marginatum coletadas no Pará, Amazonas, Tocantins, Amapá, Roraima e Mato 

Grosso forneceram 10 tipos químicos de óleos caracterizados pela presença de safrol/3,4- 

metilenodioxipropriofenona (Tipo I), 3,4-metilenodioxipropriofenona (Tipo II), β-cariofileno/3,4- 

metilenodioxipropriofenona (Tipo III), p-menta-1(7), 8-dieno/3,4-metilenodioxipropriofenona 

(Tipo IV), óxido de cariofileno/(E)-nerolidol (Tipo V), β-cariofileno/biciclogermacreno/asarona 

(Tipo VI), espatulenol/globulol (Tipo VII), osmorhizol/anetol (Tipo VIII), 2-metoxi-4,5- 

metilenodióxipropriofenona/isômero (Tipo IX), e o Tipo 10, cujo componente principal 

(M = 192) não foi identificado (ANDRADE; GUIMARÃES; MAIA, 2009). 

Os principais constituintes do óleo da caapeba (Piper peltatum) foram β-cariofileno (16,21%) e 

germacreno D (10,41%). No óleo das folhas e caules de P. peltatum [citada como Pothomorphe


peltata (L.) Miq.] de Roraima, β-cariofileno foi o principal constituinte, correspondente a 73% do 

total do óleo (LUZ et al., 1999). No óleo de três espécimes do Pará e um de Roraima, o principal 

constituinte foi o β-cariofileno, enquanto no óleo de um espécime oriundo do Campus de Pesquisa 

do MPEG, em Belém-PA, foram encontrados safrol e biciclogermacreno como principais 

constituintes (ANDRADE; GUIMARÃES; MAIA, 2009). Óxido de cariofileno foi o componente 

majoritário do óleo das folhas de um espécime de Cuba (PINO et al., 2004). 

Óleos da família Plantaginaceae: Bacopa monnierioides, Conobea scoparioides, Scoparia dulcis 

Cânfora (30,7%) e metileugenol (28,3%) foram os principais constituintes do óleo do beliscão 

(Bacopa monnierioides) [citada como B. axillaris (Benth.) Standl.] comercializado no Ver-o-Peso 

(ZOGHBI; ANDRADE, 2006). 

Metiltimol (42,4-36,0%) e timol (17,9-52,0%) foram os principais constituintes dos óleos da 

pataqueira (Conobea scoparioides) do Pará e do Amapá, respectivamente (MAIA; ZOGHBI; 

ANDRADE, 2000; MAIA et al., 2001). 

β-Cariofileno (30,63%) foi o componente majoritário do óleo da vassourinha (Scoparia dulcis). trans- 

Fitol foi o principal constituinte do óleo das folhas de S. dulcis da Venezuela (ORDAZ et al., 2011). 

Óleos da família Poaceae: Chrysopogon zizanioides, Cymbopogon citratus 

Na composição química do óleo da raiz do patchuli (Chrysopogon zizanioides), o kusimol 

(15,54%) e o biciclovetivenol (9,30%) foram predominantes. Kusimol é o principal sesquiterpeno 

presente nos óleos de C. zizanioides de diferentes origens geográficas (DETHIER et al., 1997; 

WEYERSTAHL et al., 2000; ADAMS et al., 2008; LIMA et al., 2012). 

Geranial (41,75%) e neral (35,60%), cuja mistura é conhecida por citral, foram os principais 

constituintes da parte aérea do óleo do capim-santo (Cymbopogon citratus). Os óleos dessa 

espécie frequentemente contêm citral (40-90%) em alta porcentagem (MENUT et al., 2000; 

LECLERQ et al., 2000; PINO; ROSADO, 2000; ANDRADE; ZOGHBI; LIMA, 2009). No Congo, além 

do Tipo citral, também foi descrito o Tipo geraniol (OUAMBA et al., 1993). Li et al. (2005) 

identificaram no óleo dos rizomas os sesquiterpenos selina-6-en-4-ol e longifoleno como 

principais componentes. 

Óleos da família Verbenaceae: Aloysia oblanceolata, Lippia alba, Lippia thymoides 

O óleo das folhas e caules da alfazema (Aloysia oblanceolata) foi caracterizado pela presença 

de 1,8-cineol (36,33%) em alta porcentagem. Não foram encontrados dados na literatura 

referentes à composição química do óleo de A. oblanceolata.


A cidreira (Lippia alba) forneceu óleo rico em carvona (23,35%) e limoneno (21,76%). Também 

conhecida por carmelitana, a L. alba apresenta vários quimiotipos. No Pará, foram encontrados 

três tipos de óleos: 1) Tipo 1,8-cineol/limoneno; 2) Tipo limoneno/carvona; e 3) Tipo citral/ 

germacreno D (ZOGHBI et al., 1998a). Outros tipos citados na literatura são citral (FUN; 

SVENDSEN, 1990), carvona (MATOS et al., 1996), γ-terpineno (GOMES et al., 1993) e cânfora/ 

1,8-cineol (DELLACASSA et al., 1990). 

A parte aérea da manjerona (Lippia thymoides) forneceu óleo com alto teor de timol (62,67%). 

Óleos da família Zingiberaceae: Alpinia zerumbet, A. purpurata, Etlingera elatior, Curcuma 

longa, Hedychium coronarium, Renealmia sp., R. monosperma, Zingiber officinale 

As folhas e caules do vindicá (Alpinia zerumbet) forneceram óleos ricos em sabineno (folha: 

13,29%; caule: 21,64%), 1,8-cineol (folha: 16,65%; caule: 17,06%), γ-terpineneo (folha: 11,72%; 

caule: 12,76%) e terpinen-4-ol (folha: 14,42%; caule: 13,40%). Limoneno, terpinen-4-ol e γ- 

terpineno foram os principais constituintes das folhas de A. zerumbet (citada como A. speciosa 

K. Schum.), enquanto nas flores foram 1,8-cineol, terpinen-4-ol e sabineno (ZOGHBI; ANDRADE; 

MAIA, 1999). 

As folhas do cultivar vermelho do vindicá-levante (Alpinia purpurata) forneceu óleo com teor 

elevado de α-pineno (12,25%), β-pineno (36,68%) e α-selineneo (12,63%), enquanto no óleo 

obtido dos caules os principais constituintes foram apenas α-pineno (12,37%) e β-pineno 

(19,63%). Nas folhas do cultivar vermelho de A. purpurata foram detectados como constituintes 

majoritários 1,8-cineol, β-pineno e (E)-cinamato de metila; nas flores predominaram α-pineno 

e β-pineno (ZOGHBI; ANDRADE; MAIA, 1999). Nos óleos das inflorescências dos cultivares 

vermelho e rosa de A. purpurata comercializada no estado de Pernambuco, β-pineno e 

β-cariofileno foram predominantes (SANTOS et al., 2012). 

O rizoma da mangarataia (Curcuma longa) forneceu óleo contendo ar-turmerona (20,40%), 

1,8-cineol (10,50%) e curlona (10,36%) como principais constituintes. No óleo do rizoma de 

C. longa da Índia, ar-turmerona também foi o principal cosntituinte (GARG et al., 1999), enquanto 

no óleo das folhas α-felandreno (RAINA; SRIVASTAVA; SYAMSUNDAR, 2005) foi majoritário. 

Nos óleos das folhas de C. longa tipo ‘Roma’ foi encontrado terpinoleno em alto teor; e no óleo 

de C. longa tipo ‘Kasturi’, mirceno (BEHURA; SRIVASTAVA, 2004). 

Dodecanol (53,08%) e dodecanal (18,65%) foram os principais constituintes das flores do cultivar 

vermelho do bastão-do-imperador (Etlingera elatior). Os principais constituintes identificados 

no aroma obtido das flores de E. elatior cultivada no campus de pesquisas do MPEG (Belém- 

PA) foram α-pineno, dodecanal e dodecanol (ZOGHBI; ANDRADE, 2005).


O rizoma e parte aérea da borboleta (Hedychium coronarium) forneceram óleos diferentes 

quanto ao teor do 1,8-cineol [folhas: α-pineno (11,45%), β-pineno (28,94%), 1,8-cineol 

(37,45%); rizoma: α-pineno (15,94%), β-pineno (34,76%), 1,8-cineol (5,48%)]. No óleo das 

folhas de H. coronarium coletadas em Santarém Novo-PA, além de α-pineno e β-pineno, o 

teor de β-cariofileno também foi elevado, e 1,8-cineol no óleo da raiz e do rizoma (ZOGHBI; 

GUILHON, 2008). 1,8-Cineol também foi o principal de outro espécime coletado no Brasil 

(SANTOS et al., 2010). 

(E)-Cinamato de metila (37,99%) foi o principal constituinte da parte aérea do vindicá-menino 

(Renealmia monosperma). 

Canfeno (15,61%) foi o principal constituinte do rizoma do gengibre (Zingiber officinale). 

Monoterpenos também foram identificados no óleo do rizoma de Z. officinale na Índia, entre 

os quais 1,8-cineol foi majoritário (GUPTA et al., 2011). 

Óleos de outras famílias botânicas: 

Acanthaceae: Justicia pectoralis 

No óleo da parte aérea do abre-caminho (Justicia pectoralis), o principal componente foi o cisfitol 

(34,10%), seguido do álcool de patchouli (12,24%). Não foram encontrados na literatura 

dados referentes aos constituintes voláteis de J. pectoralis, entretanto, no óleo da J. pectoralis 

var. tipo, de Cuba, o nonanal foi o componente majoritário, além de 1-octen-3-ol e cumarina 

(PINO, 2011). 

Anacardiaceae: Schinus terebinthifolia 

δ-3-Careno (22,52%) e α-pineno (14,46%) foram os principais componentes do óleo da aroeira 

(Schinus terebinthifolia). Os óleos obtidos das folhas e frutos de S. terebinthifolia de Viçosa- 

MG apresentaram α-pineno, α-felandreno, δ−3-careno e β-felandreno como componentes 

majoritários (BARBOSA et al., 2007); no óleo das folhas de uma amostra coletada no sul da 

África, os principais monoterpenos foram α-pineno e sabineno (GUNDIDZA et al., 2009); α- 

felandreno e γ-cadineno foram os principais componentes do óleo dos frutos de uma amostra 

coletada na Tunísia (BENDAOUD et al., 2010), enquanto no óleo das folhas, biciclogermacreno 

e α-felandreno foram dominantes (ENNIGROU et al., 2011). Limoneno e α-fencheno, além de 

α-felandreno e isosilvestreno foram identificados como principais constituintes do óleo obtido 

dos frutos de S. terebinthifolia coletado na área da Companhia Vale do Rio Doce, no Pará 

(AFFONSO et al., 2012).


Amaranthaceae: Dysphania ambrosioides 

No óleo das partes aéreas de uma amostra de mastruz (Dysphania ambrosioides) comercializado 

no Ver-o-Peso foram identificados isoascaridol (34,28%) e α-terpineno (35,01%) como principais 

constituintes. No óleo de D. ambrosioides (citada como Chenopodium ambrosioides) 

comercializado em Madagascar, ascaridol foi o componente principal, seguido de isoascaridol 

(CAVALLI et al., 2004). No óleo das folhas de uma amostra da Índia, foram identificados α-terpineno, 

p-cimeno e cis-ascaridol como constituintes majoritários (SINGH et al., 2008). α-Terpineno e p- 

cimeno também foram majoritários no óleo das partes aéreas de D. ambrosioides (citada como 

Chenopodium ambrosioides) da Nigéria (OWOLABI et al., 2009) e de Camarões (TAPONDJOUA 

et al., 2002). O óleo das partes aéreas de uma amostra de Cuba apresentou acetato de α-terpinila 

como constituinte principal (PINO; MARBOT; REAL, 2003). Ascaridol e p-cimeno foram os principais 

componentes identificados no óleo das folhas de D. ambrosioides (citada como Chenopodium 

ambrosioides) do Togo (KOBA et al., 2009). 

Annonaceae: Guatteria scandens 

O óleo do cipó-uíra (Guatteria scandens) é bastante complexo, e não foi detectado nenhum 

componente predominante no mesmo, entretanto, espatulenol, β-bisabolol, α-bisabolol, 

(Z)-β-farneseno, cis-hidrato de sabineno, trans-α-bergamoteno e γ-curcumeno foram os 

majoritários, não ultrapassando 6%. Não foi encontrada nenhuma referência sobre os voláteis 

dessa espécie. 

Boraginaceae: Heliotropium indicum 

Cipereno (26,44%) e β-cariofileno (21,10%) foram os principais constituintes do óleo do 

fedegoso (Heliotropicum indicum). Fitol foi identificado como o principal constituinte dos óleos 

essenciais de H. indicum da Tailândia (MACHAN et al., 2006). 

Burseraceae: Protium sp. 

Entre as espécies pertencentes ao gênero Protium que recebem a denominação vernacular 

breu-branco, encontram-se P. heptaphyllum e P. pallidum. Uma amostra de resina de breubranco 

(Protium sp.) adquirida no Ver-o-Peso forneceu óleo com alto teor de silvestreno (24,86%) 

e α-pineno (21,89%). 

Geraniaceae: Pelargonium graveolens 

No óleo da parte aérea da malva-rosa (Pelargonium graveolens), citronelol (12,80%) e geraniol 

(7,54%) foram os constituintes com teor mais elevado. Esses constituintes também foram 

predominantes no óleo da parte aérea e das folhas de um espécime de P. graveolens da Índia 

(RANA; JUYAL; BLAZQUEZ, 2002; VERMA et al., 2010).


Meliaceae: Cedrela odorata 

No óleo obtido da casca do tronco do cedro (Cedrela odorata), o constituinte em teor mais 

elevado foi o δ-cadineno (13,91%). A distribuição dos constituintes dessa amostra foi similar a 

do óleo da casca de C. odorata coletada no Campus de Pesquisa do MPEG. β-Elemeno, 

β-cariofileno, germacreno A e óxido de cariofileno foram os principais constituintes dos óleos 

de amostras de folhas e caule de C. odorata de Viçosa-MG: no óleo das folhas, β-elemeno e 

germacreno A foram predominantes, enquanto os teores de β-cariofileno e óxido de cariofileno 

foram maiores no óleo do caule (MAIA; ZOGHBI; ANDRADE, 2000). 

Myrtaceae: Eucalyptus globulus 

1,8-Cineol (35,26%) foi predominante no óleo das folhas do eucalipto (Eucalyptus globulus). 

1,8-Cineol também foi o componente predominante no óleo da parte aérea de E. globulus do 

Irã (MAHMOODI et al., 2012), das folhas e caules de um espécime da China (LIANGFEND et al., 

1993) e das folhas de um espécime de Ruanda (CHALCHAT et al., 1997). Terpinen-4-ol foi 

encontrado como principal componente do óleo das folhas frescas de um espécime da Nigéria 

(AKOLADE et al., 2012). 

Rutaceae: Ruta graveolens 

Undecan-2-ona (42,96%) e nonan-2-ona (21,67%) foram majoritários no óleo obtido das partes 

aéreas da arruda (Ruta graveolens), enquanto no óleo de uma amostra de R. graveolens cultivada 

na China, undecan-2-ona, nonan-2-ona e acetato de 1-metil-octila foram os compostos 

majoritários (LIANGFEND et al., 1993). Undecan-2-ona e nonan-2-ona também foram 

predominantes nos óleos das folhas e caules de um espécime da Tunísia (FREDJ et al., 2007). 

Siparunaceae: Siparuna guianensis 

Curzerenona e derivados da curzerenona e germacrona foram identificados no óleo das folhas 

do capitiú (Siparuna guianensis) do Panamá (ANTONIO; WALLER; MUSSINAN, 1984). No Brasil, 

(E)-nerolidol foi o componente majoritário do óleo das folhas de um espécime do estado de 

Rondônia (MACHADO et al., 2001); epi-α-cadinol, terpinoleno e undecan-2-ona no óleo do 

estado do Amapá (VIANA et al., 2002). (E)-Nerolidol foi encontrado variando de 99,3% a zero, 

em função do estágio de frutificação da planta (MACHADO et al., 2001). Variação sazonal menos 

significativa de germacrona e atractilona foi observada para S. guianensis cultivada em Belém- 

PA (ANDRADE; ZOGHBI; MACHADO, 2004). Na Amazônia, foram caracterizados três quimiotipos: 

1) Tipo epi-α-bisabolol/espatulenol; 2) Tipo espatulenol/selin-11-en-4α-ol; e 3) Tipo atractilona/ 

germacrona (ZOGHBI et al., 1998b). Nos óleos de folhas e frutos de S. guianensis do cerrado 

brasileiro, ácido decanóico, undecan-2-ona e α-pineno foram os constituintes majoritários 

(FISHER et al., 2005).


COMPOSIÇÃO QUÍMICA DOS ÓLEOS DE PLANTAS COMERCIALIZADAS NO VER-O-PESO 

A seguir apresentamos a composição química dos óleos essenciais obtidos das amostras de 

plantas aromáticas adquiridas, em sua maioria, no Complexo do Ver-o-Peso, e de algumas que 

foram adquiridas em hortas de agricultores locais, e que são os fornecedores de plantas 

aromáticas para o referido local. 

ABRE-CAMINHO (Justicia pectoralis Jacq. – Acanthaceae) 

Parte aérea (%): 1-octen-3-ol (traços), safranal (traços), safrol (0,86), β-patchouleno (0,13), 

β-elemeno (0,18), β-cariofileno (0,58), cumarina (traços), α-guaieno (2,13), seicheleno (1,40), 

geranil acetona (0,19), α-patchouleno (0,74), (E)-β-ionona (0,97), acifileno (0,36), α-bulneseno 

(3,63), δ-cadineno (0,23), dilapiol (0,90), pogostol (1,25), álcool de patchouli (12,24), α-bisabolol 

(0,48), heptadecano (0,58), octadecano (0,22), corimbolona (0,28), nonadecano (0,13), (5E,9E)- 

farnesil acetona (0,71), trans-fitol (0,70), octadecanol (0,71), cis-fitol (34,10). 

ALECRIM-DE-ANGOLA (Vitex agnus-castus L. - Lamiaceae) 

Folha-caule (%): α-pineno (11,27), sabineno (17,03), β-pineno (0,95), mirceno (1,95), 1,8-cineol 

(43,32), γ-terpineno (0,86), terpinen-4-ol (1,50), α-terpineol (1,38), acetato de α-terpinila (4,59), 

β-cariofileno (2,95), (E)-β-farneseno (7,58), biciclogermacreno (3,46), epi-α-cadinol (0,54). 

ALFAVACA (Ocimum campechianum Mill. - Lamiaceae) 

Parte aérea (%): α-pineno (0,04), β-pineno (0,07), 1,8-cineol (0,73), (Z)-β-ocimeno (0,81), 

(E)-β-ocimeno (0,04), linalol (0,09), eugenol (23,09), β-elemeno (2,07), metileugenol (63,68), 

β-cariofileno (4,73), α-humuleno (0,61), allo-aromadendreno (0,07), β-selineno (0,71), 

biciclogermacreno (2,50), α-selineno (0,42), germacreno B (0,12), espatulenol (0,06), óxido de 

cariofileno (0,05), globulol (0,05), selin-11-en-4α-ol (0,05). 

ALFAVACÃO (Ocimum gratissimum L. - Lamiaceae) 

Parte aérea (%): α-tujeno (3,39), α-pineno (0,49), canfeno (0,04), sabineno (0,21), β-pineno 

(0,13), mirceno (1,88), α-felandreno (0,09), δ-3-careno (0,05), α-terpineno (2,51), p-cimeno 

(12,82), limoneno (0,45), (Z)-β-ocimeno (0,06), (E)-β-ocimeno (0,04), γ-terpineno (29,92), 

cis-hidrato de sabineno (0,07), terpinoleno (0,04), p-cimeneno (0,15), terpinen-4-ol (0,41), 

metiltimol (0,25), timol (44,44), carvacrol (0,19), β-cariofileno (0,99), cis-α-bergamoteno (0,10), 

α-humuleno (0,07), γ-muuroleno (0,14), germacreno D (0,04), β-selineno (0,71), α-selineno 

(0,20), δ-cadineno (0,07). 

ALFAZEMA (Aloysia oblanceolata Mold. – Verbenaceae) 

Parte aérea (%): α-tujeno (0,15), α-pineno (3,49), canfeno (0,25), sabineno (7,75), mirceno (0,77), 

α-felandreno (0,15), α-terpineno (0,09), p-cimeno (0,24), 1,8-cineol (36,33), (Z)-β-ocimeno (0,10),


γ-terpineno (0,28), cis-hidrato de sabineno (1,78), terpinoleno (0,11), linalol (0,97), trans-p-menta- 

2,8-dien-1-ol (0,05), cis-p-menta-2,8-dien-1-ol (0,10), trans-pinocarveol (0,08), ipsdienol (0,16), 

trans-verbenol (0,20), sabina cetona (0,08), isoborneol (0,84), terpinen-4-ol (1,01), criptona (0,21), 

α-terpineol (2,40), verbenona (0,05), trans-piperitol (0,12), cis-carveol (0,04), carvona (0,14), 

p-cimen-7-ol (0,08), δ-elemeno (3,00), eugenol (0,04), α-copaeno (0,13), β-bourboneno (0,32), 

β-elemeno (1,36), metileugenol (0,06), β-cariofileno (2,20), β-copaeno (0,10), β-gurjuneno (0,08), 

γ-elemeno (4,51), α-humuleno (0,53), allo-aromadendreno (0,17), γ-muuroleno (0,11), germacreno 

D (2,41), biciclogermacreno (2,33), α-muuroleno (0,16), cubebol (0,42), δ-cadineno (0,31), elemol 

(1,07), germacreno B (0,30), (E)-nerolidol (0,31), espatulenol (1,86), óxido de cariofileno (0,81), 

globulol (0,11), guaiol (7,84), β-eudesmol (0,64), bulnesol (2,36). 

ANADOR (Plectranthus barbatus Andrews – Lamiaceae) 

Parte aérea (%): α-tujeno (0,40), α-pineno (15,70), canfeno (traços), sabineno (traços), β-pineno 

(traços), mirceno (9,16), α-felandreno (traços), p-cimeno (0,27), limoneno (0,74), (Z)-β-ocimeno 

(6,88), (E)-β-ocimeno (2,14), γ-terpineno (0,65), safrol (0,85), α-cubebeno (0,32), α-copaeno 

(10,44), β-cubebeno (1,82), β-cariofileno (27,11), α-humuleno (2,23), germacreno D (10,90), 

α-zingibereno (3,71), β-bisaboleno (1,97), δ-cadineno (2,21), óxido de cariofileno (1,70). 

ANJO-DA-GUARDA (Croton sacaquinha Croizat – Euphorbiaceae) 

Folha-caule (%): α-pineno (0,18), δ-3-careno (1,61), limoneno (0,38), terpinoleno (0,34), linalol 

(4,94), α-copaeno (0,78), β-elemeno (11,30), β-cariofileno (8,51), cis-tujopseno (5,17), 

β-gurjuneno (1,12), α-humuleno (1,91), γ-muuroleno (6,92), germacreno D (18,33), 

biciclogermacreno (10,38), germacreno A (4,33), α-alasqueno (2,03), δ-cadineno (3,35), 

(E)-γ-bisaboleno (4,73), trans-calameneno (1,06), germacreno B (0,33), (E)-nerolidol (0,36), 

espatulenol (0,66), óxido de cariofileno (0,20), guaiol (0,48), dilapiol (0,25), 1-epi-cubenol (0,21), 

cubenol (0,27), α-cadinol (2,17), bulnesol (0,15). 

ARATACIÚ (Sagotia racemosa Baill. – Euphorbiaceae) 

Raiz (%): safrol (0,05), α-cubebeno (0,02), α-copaeno (0,25), β-patchouleno (0,28), β-elemeno 

(1,90), cipereno (2,13), α-barbateno (0,19), β-cedreno (0,58), β-gurjuneno (0,15), α-guaieno 

(0,30), β-barbateno (0,58), allo-aromadendreno (0,33), 4,5-di-epi-aristolocheno (0,16), 

γ-gurjuneno (2,01), γ-muuroleno (0,63), α-amorfeno (0,63), valenceno (2,79), α-bulneseno (0,55), 

cubebol (0,65), δ-cadineno (0,46), epóxicipereno (1,75), patchoulenona (2,89), selin-3,11-dien- 

6α-ol (1,15), selin-11-en-4α-ol (3,25), ciperotundona (0,66), nootkatona (0,49). 

AROEIRA (Schinus terebinthifolia Raddi – Anacardiaceae) 

Folha-caule (%): α-pineno (14,46), β-pineno (3,17), mirceno (7,78), δ-3-careno (22,52), 

silvestreno (7,28), (E)-β-ocimeno (0,40), γ-terpineno (0,58), terpinoleno (3,63), linalol (0,59),


allo-ocimeno (0,07), cânfora (0,25), p-menta-1,5-dien-8-ol (0,11), p-cimen-8-ol (0,25), 

α-terpineol (0,38), metilchavicol (0,36), piperitona (0,30), acetato de isobornila (0,02), timol 

(0,18), α-cubebeno (0,30), acetato de nerila (0,11), α-copaeno (4,59), (E)-cinamato de metila 

(0,47), β-elemeno (0,39), β-cariofileno (3,43), aromadendreno (1,43), α-humuleno (1,36), 

9-epi-β-cariofileno (0,34), γ-muuroleno (1,61), germacreno D (1,58), β-selineno (1,00), 

α-selineno (2,71), δ-amorfeno (0,47), γ-cadineno (0,72), δ-cadineno (2,60), α-cadineno (0,70), 

α-calacoreno (0,30), (E)-nerolidol (0,20), espatulenol (0,65), junenol (0,25), dilapiol (1,33), 

epi-α-muurolol (1,33), α-cadinol (1,25), eudesma-4(15),7-dien-1β-ol (0,10), pentadecanal 

(0,68), benzoato de benzila (2,10). 

ARRUDA (Ruta graveolens L. - Rutaceae) 

Parte aérea (%): octan-2-ona (1,26), o-metoxitolueno (0,26), limoneno (1,08), nonan-2-ona 

(21,67), nonan-2-ol (1,88), geigereno (3,37), decan-2-ona (9,37), metilchavicol (0,72), decanal 

(0,31), acetato de 1-metiloctila (tent.) (11,00), undecan-2-ona (42,96). 

ARTEMISIA (Ambrosia microcephala DC. – Asteraceae) 

Parte aérea (%) (ZOGHBI; MAIA; LUZ, 1997): α-pineno (0,4), canfeno (1,2), sabineno (0,2), 

β-pineno (0,8), mirceno (0,3), α-felandreno (0,3), limoneno (0,9), linalol (0,3), cânfora (6,2), 

borneol (1,5), terpinen-4-ol (0,1), metilchavicol (0,1), acetato de bornila (12,8), δ-elemeno (0,7), 

acetato de citronelila (0,3), α-copaeno (0,5), germacreno A (0,5), β-cubebeno (0,5), α-gurjuneno 

(0,4), β-cariofileno (0,9), trans-α-bergamoteno (0,3), α-humuleno (0,6), (Z)-β-farneseno (1,6), 

β-himachaleno (13,0), ar-curcumeno (4,6), biciclogermacreno (2,3), β-bisaboleno (18,8). 

BASTÃO-DO-IMPERADOR [Etlingera elatior (Jack) R. M. Smith – Zingiberaceae] 

Inflorescência (%): α-pineno (9,87), β-pineno (0,44), mirceno (0,11), limoneno (0,09), transverbenol 

(0,08), decanal (0,70), decanol (0,66), undecan-2-ona (0,28), undecanal (0,11), dodecanal 

(18,65), β-cariofileno (1,02), (E)-β-farneseno (0,77), dodecanol (53,08), tridecan-2-ona (0,37), 

óxido de cariofileno (0,26), tetradecanal (0,25), tetradecanol (5,93). 

BELISCÃO [Bacopa monnierioides (Cham.) B. L. Rob. – Plantaginaceae] 

Parte aérea (%) (ZOGHBI; ANDRADE, 2006): α-tujeno (0,1), α-pineno (1,0), canfeno (3,4), 

sabineno (1,9), 1-octen-3-ol (0,5), mirceno (0,6), octan-3-ol (0,1), α-felandreno (0,1), limoneno 

(6,9), γ-terpineno (0,2), terpinoleno (0,1), linalol (0,8), α-canfolenal (0,1), cânfora (30,7), borneol 

(6,2), terpinen-4-ol (0,1), α-terpineol (0,1), metilchavicol (0,3), nerol (0,3), metiltimol (0,1), 

timol (0,1), eugenol (1,6), 7-epi-sesquitujeno (0,2), metileugenol (28,3), β-cariofileno (4,3), 

trans-α-bergamoteno (0,4), α-humuleno (0,3), γ-curcumeno (0,2), ar-curcumeno (1,1), 

β-curcumeno (5,6), (E)-nerolidol (0,1), ar-turmerol (traços), óxido de cariofileno (0,9), epóxido 

de humuleno II (traços), cariofila-4(14),8(15)-dien-5-ol (0,1), α-bisabolol (0,7).


BORBOLETA (Hedychium coronarium J. König - Zingiberaceae) 

Rizoma (%): α-tujeno (0,72), α-pineno (11,45), canfeno (0,82), sabineno (1,26), β-pineno (28,94), 

mirceno (1,50), α-felandreno (2,28), p-menta-1(7), 8-dieno (0,35), α-terpineno (0,57), p-cimeno 

(0,49), limoneno (3,32), 1,8-cineol (37,45), γ-terpineno (1,13), terpinoleno (0,41), linalol (0,91), 

borneol (0,79), terpinen-4-ol (2,12), α-terpineol (4,13), benzoato de benzila (0,32). 

Parte aérea (%): α-tujeno (0,39), α-pineno (15,94), canfeno (0,34), sabineno (3,08), β-pineno 

(34,76), mirceno (0,70), α-felandreno (0,20), α-terpineno (0,35), p-cimeno (0,23), limoneno 

(1,91), 1,8-cineol (5,48), (E)-β-ocimeno (0,24), γ-terpineno (0,68), terpinoleno (0,21), transpinocarveol 

(0,36), trans-verbenol (0,36), pinocarvona (0,39), terpinen-4-ol (0,94), α-terpineol 

(1,61), β-cariofileno (13,21), α-humuleno (0,87), β-bisaboleno (0,22), (E)-nerolidol (0,49), 

espatulenol (1,08), óxido de cariofileno (5,30), epóxido de humuleno II (0,53), dilapiol (0,35), 

epi-α-cadinol (1,01), epi-α-muurolol (2,03), benzoato de benzila (0,20). 

BREU-BRANCO (Protium sp. - Burseraceae) 

Resina (%): α-pineno (21,89), β-pineno (8,44), p-ment-3-eno (2,96), α-felandreno (4,26), 

α-terpineno (2,45), p-cimeno (traços), silvestreno (24,80), γ-terpineno (7,37), terpinoleno (3,29), 

fenchol (0,08), cis-p-ment-2-en-1ol (0,12), trans-diidro-β-terpineol (0,16), trans-diidro-α-terpineol 

(3,55), isoborneol (0,13), borneol (0,46), terpinen-4-ol (1,01), α-terpineol (5,92), γ-terpineol (0,57), 

trans-piperitol (0,04), timol (0,04), safrol (0,26), carvacrol (0,03), α-cubebeno (0,10), ciclossativeno 

(0,45), α-ilangeno (1,79), α-copaeno (0,39), β-elemeno (0,07), cipereno (0,05), metileugenol (0,02), 

β-cariofileno (0,64), γ-elemeno (0,15), α-guaieno (0,34), guaia-6,9-dieno (0,21), α-humuleno (0,36), 

cis-cadina-1(6),4-dieno (0,16), γ-muuroleno (0,27), β-selineno (0,07), γ-amorfeno (0,21), valenceno 

(0,22), δ-amorfeno (1,96), γ-cadineno (1,00), δ-cadineno (0,35), (E)-γ-bisaboleno (0,47), 

α-cadineno (0,32), α-calacoreno (0,40), elemicina (0,05), β-calacoreno (0,15), óxido de cariofileno 

(0,04), epóxido de humuleno II (0,04), 1,10-di-epi-cubenol (0,41), α-corocaleno (0,08), 

1-epi-cubenol (0,05), pogostol (0,04), cadaleno (0,03), eudesm-7(11)-en-4-ol (0,04). 

CAAPEBA (Piper peltatum L. – Piperaceae) 

Folha (%): mirceno (0,26), limoneno (1,81), butanoato de (3Z)-hexenila (0,25), safrol (0,37), 

δ-elemeno (2,71), α-cubebeno (1,49), α-copaeno (2,75), β-cubebeno (2,25), α-gurjuneno (0,25), 

β-cariofileno (16,21), (E)-α-ionona (2,33), aromadendreno (0,93), cis-muurola-3,5-dieno (1,79), 

α-humuleno (4,68), cis-muurola-4(14),5-dieno (2,57), germacreno D (10,41), biciclogermacreno 

(6,63), δ-amorfeno (0,67), γ-cadineno (2,25), δ-cadineno (2,83), trans-cadina-1,4-dieno (1,02), 

α-cadineno (0,49), α-calacoreno (0,29), (E)-nerolidol (5,61), germacreno D-4-ol (0,61), óxido 

de cariofileno (4,61), rosifoliol (0,75), epóxido de humuleno II (0,93), 1,10-di-epi-cubenol (1,02), 

1-epi-cubenol (2,06), epi-α-muurolol (2,14), α-cadinol (3,34), α-bisabolol (0,69), (2Z,6Z)-farnesol 

(0,44), (2Z,6E)-farnesol (0,34), mint sulfide (0,32), cis-fitol (6,11).


CANELA (Cinnamomum verum J. Pressl – Lauraceae) 

Folha da canela-fêmea (%): α-pineno (0,96), canfeno (0,66), β-pineno (0,28), α-terpineno (0,18), 

β-felandreno (1,02), linalol (2,58), terpinen-4-ol (0,22), (Z)-cinamaldeído (0,30), chavicol (0,91), 

(E)-cinamaldeído (6,92), safrol (0,17), δ-elemeno (0,09), eugenol (63,96), α-copaeno (traços), 

metileugenol (0,06), β-cariofileno (3,28), (E)-acetato de cinamila (3,39), (E)-isoeugenol (0,23), 

α-humuleno (0,90), biciclogermacreno (0,27), acetato de eugenila (8,80), óxido de cariofileno 

(1,40), globulol (0,07), epóxido de humuleno II (0,19), cariofila-4(12),8(13)-dien-5-ol (0,17), 

cubenol (0,07), benzoato de benzila (1,54). 

Caule da canela-fêmea (%): α-pineno (3,58), canfeno (3,07), β-pineno (1,75), mirceno (0,62), 

α-felandreno (0,60), α-terpineno (1,28), p-cimeno (traços), β-felandreno (7,04), (E)-β-ocimeno 

(0,18), γ-terpineno (0,24), terpinoleno (0,16), linalol (8,37), cis-p-ment-2-en-1-ol (0,20), alloocimeno 

(0,08), borneol (1,37), terpinen-4-ol (0,98), α-terpineol (1,31), (Z)-cinamaldeído (1,51), 

(E)-cinamaldeído (35,15), (E)-álcool cinamílico (0,20), (2E,4E)-decadienal (0,09), eugenol (1,49), 

acetato de hidroxicinamila (0,47), α-copaeno (0,88), isovalerato de benzila (0,10), β-cariofileno 

(1,09), (E)-acetato de cinamila (17,25), γ-muuroleno (0,09), 3-metilbutirato de 2-feniletila 

(0,15), α-muuroleno (0,06), α-cadineno (0,06), δ-cadineno (0,25), o-metoxicinamaldeído 

(0,73), elemicina (0,35), óxido de cariofileno (2,59), epóxido de humuleno II (0,62), 1-epicubenol 

(0,35), cariofila-4(12),8(13)-dien-5-ol (0,94), cubenol (0,36), mustacona (0,20), 

benzoato de benzila (0,68). 

Folha da canela-macho (%): α-pineno (1,48), canfeno (0,95), β-pineno (0,61), mirceno (0,21), 

α-felandreno (0,34), α-terpineno (0,19), β-felandreno (1,44), (E)-β-ocimeno (0,75), linalol (1,73), 

borneol (0,21), terpinen-4-ol (0,15), (Z)-cinamaldeído (0,16), acetato de feniletila (1,03), 

(E)-cinamaldeído (5,20), safrol (0,09), δ-elemeno (0,92), eugenol (56,43), metileugenol (0,06), 

β-cariofileno (3,30), (E)-acetato de cinamila (6,57), α-humuleno (1,11), 9-epi-β-cariofileno 

(0,08), isovalerato de feniletila (0,15), biciclogermacreno (1,26), acetato de eugenila (12,40), 

espatulenol (0,43), óxido de cariofileno (0,74), globulol (0,21), epóxido de humuleno II (0,10), 


Caule da canela-macho (%): α-pineno (3,58), canfeno (3,28), β-pineno (2,17), mirceno (0,77), 

α-felandreno (1,16), α-terpineno (0,91), p-cimeno (traços), β-felandreno (6,13), (E)-β-ocimeno 

(1,33), γ-terpineno (0,11), terpinoleno (0,20), linalol (4,72), cis-p-ment-2-en-1-ol (0,08), alloocimeno 

(0,11), borneol (1,62), α-terpineol (0,90), (Z)-cinamaldeido (0,85), acetato de feniletila 

(0,36), (E)-cinamaldeído (20,23), safrol (0,19), (E)-álcool cinamílico (0,24), (2E,4E)-decadienal 

(0,04), eugenol (0,93), acetato de hidroxicinamila (3,04), α-copaeno (0,17), isovalerato de benzila 

(0,20), β-cariofileno (1,01), (E)-acetato de cinamila (31,52), (E)-cinamato de etila (0,05), 

3-metilbutirato de 2-feniletila (0,33), biciclogermacreno (0,18), o-metoxicinamaldeído (0,42),


espatulenol (1,42), óxido de cariofileno (2,60), epóxido de humuleno II (0,63), cariofila-4(12), 

8(13)-dien-5-ol (1,06), benzoato de benzila (1,26). 

CAPIM-SANTO [Cymbopogon citratus (DC.) Stapf – Poaceae] 

Parte aérea (%): mirceno (15,23), limoneno (0,06), (Z)-β-ocimeno (0,16), linalol (0,41), óxido de 

β-pineno (0,82), neral (35,60), geranial (41,75), acetato de geranila (0,16), β-cariofileno (0,22), 

trans-α-bergamoteno (0,09), germacreno D (0,11), δ-cadineno (0,15), epi-α-muurolol (0,21), 

α-cadinol (0,36). 

CARRAPATINHO [Peperomia rotundifolia (L.) Kunth – Piperaceae] 

Planta inteira (%): α-pineno (0,93), sabineno (0,02), β-pineno (3,22), mirceno (0,54), limoneno 

(39,83), (E)-β-ocimeno (0,10), linalol (0,05), nonanal (0,05), decanal (42,80), α-copaeno (1,82), 

β-cariofileno (5,01), trans-α-bergamoteno (0,18), (Z)-β-farneseno (0,33), α-humuleno (0,18), 

biciclogermacreno (0,17), δ-cadineno (0,07), (E)-nerolidol (1,38), óxido de cariofileno (0,23). 

CASCA-PRECIOSA [Aniba canelilla (Kunth) Mez – Lauraceae] 

Casca (%): α-pineno (0,27), β-pineno (0,17), α-felandreno (0,23), limoneno (0,06), β-felandreno 

(0,07), fenilacetaldeído (0,32), safrol (0,40), 1-nitro-2-feniletano (52,90), α-cubebeno (0,14), 

eugenol (1,74), α-copaeno (0,17), β-elemeno (0,07), metileugenol (38,70), α-humuleno (0,16), 

β-chamigreno (0,07), β-selineno (0,36), α-selineno (0,38), δ-cadineno (0,29), trans-calameneno 

(0,10), 1,10-di-epi-cubenol (0,09), cubenol (0,06), selin-11-en-4α-ol (2,52). 

CATINGA-DE-MULATA (Aeollanthus suaveolens Matt. ex Spreng. – Lamiaceae) 

Parte aérea (%): α-pineno (0,65), canfeno (1,00), mirceno (2,57), (Z)-β-ocimeno (2,62), terpinoleno 

(0,59), linalol (25,58), allo-ocimeno (0,52), borneol (1,21), terpinen-4-ol (0,18), 

α-terpineol (4,76), mirtenol (0,05), nerol (1,23), acetato de linalila (5,87), geranial (0,12), formiato 

de nerila (0,17), acetato de bornila (0,81), formiato de geranila (0,38), eugenol (0,28), acetato de 

nerila (1,45), acetato de geranila (2,50), sesquitujeno (0,33), α-santaleno (4,10), transα-bergamoteno 

(2,11), (Z)-β-farneseno (0,30), (E)-β-farneseno (15,58), 5,6-diidro-6-nonil-2Hpiran-2-ona 

(tent.) (12,10), δ-decalactona (2,25), (E,E)-α-farneseno (0,32), δ-cadineno (0,65), 

(E)-nerolidol (0,63), palustrol (0,27), germacreno D-4-ol (0,13), β-oplopenona (0,45), epiα-muurolol 

(0,34), α-muurolol (0,23), α-cadinol (0,59), α-bisabolol (0,36), (2Z,6Z)-farnesol (0,12). 

CEDRO (Cedrela odorata L. – Meliaceae) 

Casca (%): safrol (0,14), geranato de metila (0,04), δ-elemeno (0,35), α-cubebeno (0,61), 

ciclossativeno (0,39), α-ilangeno (0,41), α-copaeno (6,17), β-elemeno (0,84), α-gurjuneno (0,35), 

cis-α-bergamoteno (0,18), β-cariofileno (1,74), β-copaeno (0,13), γ-elemeno (0,28), α-guaieno 

(0,43), guaia-6,9-dieno (1,38), α-humuleno (3,27), allo-aromadendreno (2,51), trans-cadina-1(6), 

4-dieno (2,73), γ-muuroleno (1,79), α-amorfeno (1,25), valenceno (1,78), viridifloreno (1,94), α-


muuroleno (3,49), δ-amofeno (1,00), γ-cadineno (1,85), δ-cadineno (13,91), trans-cadina-1,4-dieno 

(2,13), α-cadineno (1,35), α-calacoreno (2,25), elemol (0,88), (E)-nerolidol (0,15), 

β-calacoreno (0,31), álcool cariofilenílico (1,46), gleenol (2,08), cubeban-11-ol (2,28), ledol (1,71), 

1,10-di-epi-cubenol (1,08), junenol (0,70), α-calacoreno (1,03), 1-epi-cubenol (7,18), γ-eudesmol 

(traços), cubenol (8,16), α-muurolol (3,57), α-cadinol (6,00), cadaleno (1,72), eudesm-7(11)-en- 

4-ol (1,09), 10-nor-calamenen-10-ona (0,08), ciclohexadecanolido (0,08), caureno (0,03). 

CHAMA-LISA (Mentha x piperita L. – Lamiaceae) 

Parte aérea (%): β-pineno (0,48), mirceno (7,47), α-terpineno (0,26), limoneno (2,24), 

(Z)-β-ocimeno (3,93), (E)-β-ocimeno (5,29), γ-terpineno (0,80), terpinoleno (1,15), linalol (18,93), 

acetato de octen-1-ila (0,95), acetato de octan-3-ila (0,74), allo-ocimeno (1,85), neo-allo-ocimeno 

(0,10), cis-pinocanfona (0,56), α-terpineol (6,24), nerol (2,10), metilcarvacrol (0,16), acetato de 

linalila (13,05), geranial (0,07), safrol (0,17), carvacrol (0,18), acetato de nerila (3,51), α-copaeno 

(0,11), acetato de geranila (5,66), β-elemeno (0,90), β-cariofileno (3,97), β-copaeno (0,22), 

aromadendreno (0,28), (E)-β-farneseno (1,05), allo-aromadendreno (0,36), germacreno D (1,91), 

viridifloreno (0,94), cis-diidroagarofurano (0,66), elemol (4,90), óxido de cariofileno (0,12), globulol 

(4,00), γ-eudesmol (0,80), epi-α-muurolol (0,31), β-eudesmol (0,80), α-eudesmol (0,64). 

CHAMA-PELUDA (Mentha x piperita L. – Lamiaceae) 

Parte aérea (%): β-pineno (1,62), mirceno (6,09), limoneno (3,07), (Z)-β-ocimeno (2,84), 

(E)-β-ocimeno (3,63), γ-terpineno (0,36), terpinoleno (0,60), linalol (29,12), allo-ocimeno (1,40), 

cis-pinocanfona (1,86), α-terpineol (5,30), nerol (1,59), acetato de linalila (12,05), geranial (0,14), 

carvacrol (0,12), acetato de nerila (2,87), acetato de geranila (4,87), β-elemeno (0,68), β-cariofileno 

(4,23), β-copaeno (0,15), (E)-β-farneseno (0,85), allo-aromadendreno (0,33), germacreno D (1,40), 

viridifloreno (0,76), cis-diidroagarofurano (0,57), elemol (4,93), óxido de cariofileno (0,30), 

viridiflorol (3,96), γ-eudesmol (0,63), β-eudesmol (0,51), α-eudesmol (0,52). 

CIBALENA [Ocimum carnosum (Spreng.) Link & Otto ex Benth. – Lamiaceae] 

Parte aérea (%): metilchavicol (54,65), p-anisaldeído (5,63), álcool m-anisílico (0,05), (E)-anetol 

(0,29), safrol (0,31), butanoato de benzila (0,07), 4’-metoxiacetofenona (0,08), α-copaeno (0,57), 

β-bourboneno (0,41), β-elemeno (0,31), metileugenol (1,82), trans-α-bergamoteno (0,13), 

(E)-acetato de cinamila (0,17), α-humuleno (0,19), β-bisaboleno (1,26), γ-cadineno (0,05), 

elemicina (0,06), (E)-p-metoxicinamaldeído (7,95), espatulenol (2,33), óxido de cariofileno (3,31), 

epóxido de humuleno II (0,36), α-cadinol (0,22), eudesma-4 (15),7-dien-1β-ol (0,09). 

CIPÓ-CURIMBÓ [Bignonia nocturna (Barb. Rodr.) L.G.Lohmann – Bignoniaceae] 

Madeira (%): benzaldeído (57,82), 1-octen-3-ol (0,88), álcool benzílico (1,41), fenilacetaldeído 

(0,34), formiato de benzila (1,10), o-guaiacol (0,35), benzoato de metila (0,86), nonanal (0,29), 

álcool feniletílico (0,24), fenilacetonitrila (0,58), veratrol (0,25), acetato de benzila (0,27), benzoato


de etila (6,45), formato de 2-feniletila (0,22), salicilato de metila (1,69), safrol (0,35), eugenol 

(0,23), (2E)-undecenal (0,06), α-copaeno (0,53), 7-epi-sesquitujeno (0,17), trans-α-bergamoteno 

(0,52), (Z)-β-farneseno (0,19), ar-curcumeno (0,11), β-curcumeno (0,16), δ-cadineno (0,59), 

dilapiol (0,57), 1-epi-cubenol (0,08), epi-α-cadinol (0,30), epi-β-bisabolol (0,39), benzoato de 

benzila (12,39). 

CIPÓ-DE-ALHO [Mansoa standleyi (Steyerm.) A. H. Gentry – Bignoniaceae] 

Folha (%) (ZOGHBI; PEREIRA; OLIVEIRA, 2012): sulfeto de dialila (0,62-4,09), dissulfeto de metil 

alila (zero-0,60), ditiaciclopenteno (zero-9,97), 1-octen-3-ol (0,22-13,46), 3-octanona (zero-0,26), 

3-octanol (zero-1,18), dissulfeto de propil alila (zero-0,48), dissulfeto de dialila (42,15-65,25), 

dissulfeto de cis-dipropenila (zero-0,98), dissulfeto de cis-dipropenila (zero-0,31), trissulfeto 

de metil alila (zero-0,40), 3-vinil-1,2-diti-5-eno (0,22-0,44), salicilato de metila (zero-0,09), 

2-vinil-1,3-diti-5-eno (0,77-2,75), trissulfeto de propil propenila (zero-0,28), trissulfeto de dialila 

(7,47-42,18), tetrassulfeto de dialila (1,38-6,62), enxofre cicloatômico (zero-0,87). 

CIPÓ-UIRA (Guatteria scandens Ducke – Annonaceae) 

Caule (%): α-pineno (0,35), safrol (0,15), δ-elemeno (0,53), α-cubebeno (0,38), ciclossativeno 

(0,32), α-ilangeno (0,18), α-copaeno (1,43), 3-epi-α-funebreno (0,15), 7-epi-sesquitujeno (2,50), 

α-elemeno (1,25), cis-α-bergamoteno (0,52), α-cariofileno (0,48), trans-α-bergamoteno (3,92), 

(Z)-α-farneseno (4,38), (E)-α-farneseno (1,76), allo-aromadendreno (0,73), α-acoradieno (0,50), 

γ-curcumeno (3,81), epi-cubebol (2,65), α-muuroleno (1,24), α-bulneseno (1,72), α-curcumeno 

(2,04), γ-cadineno (1,46), δ-cadineno (2,19), (E)-γ-bisaboleno (0,97), cis-hidrato de sabineno 

(4,86), (E)-nerolidol (traços), α-calacoreno (1,26), espatulenol (6,49), óxido de cariofileno (3,02), 

viridiflorol (1,44), epóxido de humuleno II (1,46), 1,10-di-epi-cubenol (1,45), 1-epi-cubenol (2,48), 

α-acorenol (1,81), epi-α-cadinol (3,16), α-muurolol (1,61), α-cadinol (3,05), α-bisabolol (6,35), 

α-bisabolol (4,25), ciperenal (0,81), criptomeriona (0,96), (E,E)-geranillinalol (0,16). 

COMINHO (Pectis elongata Kunth – Asteraceae) 

Parte aérea (%): α-pineno (0,07), sabineno (1,68), isossilvestreno (0,07), limoneno (10,31), cisfuranóxido 

de linalol (0,32), trans-furanóxido de linalol (0,63), linalol (0,25), cis-óxido de limoneno 

(6,24), trans-óxido de limoneno (5,05), trans-p-menta-1(7),8-dien-2-ol (0,48), β-ciclocitral (0,42), 

aldeído cumínico (1,21), aldeído perílico (25,29), álcool perílico (1,95), p-menta-1,4-dien-7-ol 

(0,12), 3-oxo-p-ment-1-en-7-al (0,08). 

COPAÍBA (Copaifera sp. - Fabaceae) 

Óleo-resina (%): δ-elemeno (0,45), α-cubebeno (0,08), α-copaeno (3,60), β-elemeno (1,11), 

α-gurjuneno (0,35), β-cariofileno (60,37), γ-elemeno (0,28), trans-α-bergamoteno (3,20), 

α-humuleno (8,33), allo-aromadendreno (0,26), γ-muuroleno (1,02), germacreno D (3,27),


biciclogermacreno (0,38), δ-cadineno (1,60), cadina-1,4-dieno (0,39), 1,10-di-epi-cubenol (0,11), 

epi-α-muurolol (0,31), α-muurolol (0,28), α-cadinol (0,34). 

CORDÃO-DE-FRADE [Leonotis nepetifolia (L.) R. Br. – Lamiaceae] 

Planta inteira (%): (Z)-β-ocimeno (0,56), linalol (1,85), allo-ocimeno (0,4), p-menta-1,5-dien-8-ol 

(0,27), trans-p-menta-1(7),8-dien-2-ol (0,30), acetato de linalila (0,49), α-copaeno (3,00), 

β-elemeno (8,63), metileugenol (0,48), β-cariofileno (9,35), β-copaeno (1,40), guaia-6,9-dieno 

(0,74), α-humuleno (6,62), γ-muuroleno (1,52), germacreno D (4,56), β-selineno (1,52), 

α-muuroleno (3,12), γ-cadineno (1,27), δ-cadineno (2,95), trans-cadina-1,4-dieno (0,21), 

α-calacoreno (0,45), elemol (1,21), β-calacoreno (0,34), espatulenol (2,00), óxido de cariofileno 

(5,00), viridiflorol (0,94), epóxido de humuleno II (4,36), dilapiol (4,76), epi-α-muurolol (1,86), 

α-cadinol (2,83), cis-calamenen-10-ol (1,04), eudesma-4(15),7-dien-1-ol (1,80), heneicosano 

(0,68), cis-fitol (2,99). 

CRAVO (Tagetes erecta L. - Asteraceae) 

Parte aérea (%): acetato de 2-metilbutila (0,21), α-pineno (0,56), canfeno (0,06), sabineno (0,68), 

mirceno (0,65), acetato de (3Z)-hexenila (0,10), α-terpineno (0,10), limoneno (12,44), silvestreno 

(7,69), γ-terpineno (0,24), cis-hidrato de sabineno (0,04), terpinoleno (14,59), linalol (0,62), 

1,3,8-p-mentatrieno (0,42), acetato de ocidentalol (2,00), (Z)-miróxido (1,37), p-menta-1,5-dien-8-ol 

(0,05), terpinen-4-ol (0,56), p-cimen-8-ol (0,57), α-terpineol (0,29), metiltimol (0,08), piperitona 

(36,33), (2E)-decenal (0,04), p-ment-1-en-7-al (0,04), acetato de isobornila (0,04), neo-iso-3-acetato 

de tujanol (0,66), indol (1,01), carvacrol (0,06), piperitenona (7,40), óxido de piperitenona (0,17), 

β-cariofileno (5,45), β-copaeno (0,04), trans-α-bergamoteno (0,07), (E)-nerolidol (0,23), 

espatulenol (0,04), óxido de cariofileno (0,17), dilapiol (0,38), (6S,7R)-bisabolona (0,19). 

DESATRAPALHA (Cassytha filiformis L. – Lauraceae) 

Planta inteira (%): α-pineno (6,10), 1-octen-3-ol (0,81), β-pineno (0,63), limoneno (2,59), 

terpinoleno (0,24), linalol (0,51), nonanal (0,36), safrol (33,31), α-copaeno (0,18), β-bourboneno 

(1,05), β-cariofileno (15,14), aromadendreno (1,01), α-humuleno (8,78), biciclogermacreno 

(0,85), espatulenol (16,49), óxido de cariofileno (8,09). 

DESEMPATA [Sphagneticola trilobata (L.) Pruski – Asteraceae] 

Parte aérea (%): α-pineno (72,90), canfeno (0,63), sabineno (0,20), β-pineno (5,06), mirceno 

(0,69), α-felandreno (5,84), p-cimeno (0,45), limoneno (6,35), trans-verbenol (0,10), β-cariofileno 

(0,40), α-humuleno (0,43), germacreno D (4,26), biciclogermacreno (0,66), δ-cadineno (0,20), 

espatulenol (0,69), óxido de cariofileno (0,37), carotol (0,16), epóxido de humuleno II (0,21), 

α-cadinol (0,25).


ELIXIR-PAREGÓRICO (Piper callosum Ruiz et Pav. - Piperaceae) 

Folha-caule (%): α-pineno (4,37), canfeno (0,08), sabineno (0,46), β-pineno (5,27), α-terpineno 

(0,21), 1,8-cineol (1,23), γ-terpineno (0,91), terpinoleno (0,11), safrol (75,59), α-copaeno (0,18), 

metileugenol (8,78), β-cariofileno (0,26), germacreno D (0,59), pentadecano (0,19), δ-cadineno 

(0,15), elemicina (1,50), germacreno D-4-ol (0,11). 

ERVA-CIDREIRA [Lippia alba (Mill.) N. E. Br. – Verbenaceae] 

Parte aérea (%): α-pineno (5,33), 1-octen-3-ol (1,56), mirceno (11,03), limoneno (21,76), 

(E)-β-ocimeno (2,12), linalol (1,40), trans-verbenol (1,22), mirtenal (1,62), trans-carveol (0,44), 

neo-isodiidrocarveol (0,22), carvona (23,35), piperitona (0,48), piperitenona (0,72), β-elemeno 

(0,53), β-cariofileno (1,01), β-copaeno (0,28), germacreno D (2,49), γ-amorfeno (traços), 

α-muuroleno (0,32), biciclogermacreno (traços), heneicosano (12,37). 

ERVA-DE-JABUTI [Peperomia pellucida (L.) Kunth – Piperaceae] 

Planta inteira (%): nonano (0,61), α-pineno (0,25), canfeno (0,03), propanoato de amila (0,07), 

β-pineno (0,20), mircemo (0,08), limoneno (1,23), (E)-β-ocimeno (2,86), butanoato de isoamila 

(0,03), octanol (0,19), fenchona (0,12), undecano (0,60), 2-metilbutanoato de isoamila (0,31), 

allo-ocimeno (0,14), cânfora (0,07), nonanol (0,05), butanoato de hexila (0,58), decanal (2,90), 

acetato de octila (3,23), β-ciclocitral (0,02), 2-metilbutanoato de hexila (0,12), hexanoato de 

isoamila (0,24), decanol (0,14), safrol (0,06), tridecano (0,05), propanoato de octila (0,08), 

undecanal (0,02), acetato de nonanila (0,02), δ-elemeno (3,31), isobutanoato de octila (0,01), 

α-copaeno (0,06), dauceno (0,43), β-bourboneno (1,10), butanoato de octila (0,69), β-elemeno 

(0,70), dodecanal (1,27), β-cariofileno (7,10), β-copaeno (1,06), trans-α-bergamoteno (0,19), 

aromadendreno (0,05), guaia-6,9-dieno (0,50), α-humuleno (1,62), isvarano (1,76), γ-muuroleno 

(4,46), biciclogermacreno (5,00), (E,E)-α-farneseno (1,94), (Z)-γ-bisaboleno (0,29), miristicina 

(1,41), dauca-4(11),8-dieno (0,11), 2,4,5-trimetoxiestireno (10,78), espatulenol (3,51), óxido de 

cariofileno (1,93), carotol (6,86), ledol (0,62), epóxido de humuleno II (0,33), dilapiol (17,79), 

α-cadinol (0,66), apiol (2,83), heptadecano (0,24), mint sulfide (0,07), 14-hidroxi-α-muuroleno 

(0,05), heneicosano (0,41), cis-fitol (0,06), docosano (0,08), tricosano (0,16), tetracosano (0,24). 

ESTORAQUE (Ocimum americanum L. – Lamiaceae) 

Parte aérea (%): α-tujeno (0,30), α-pineno (0,68), mirceno (0,76), mesitileno (0,21), octanal 

(0,17), limoneno (10,32), γ-terpineno (0,18), fenchona (2,14), linalol (9,37), acetato de 1-octen- 

3-ila (0,32), cânfora (0,15) terpinen-4-ol (0,39), α-terpineol (0,54), trans-carveol (0,57), ciscarveol 

(0,25), carvona (16,13), (Z)-cinamato de metila (6,58), (E)-cinamato de metila (34,60), 

β-cariofileno (5,56), trans-α-bergamoteno (1,94), (E)-β-farneseno (3,01), β-selineno (2,53), 

α-selineno (1,70), β-bisaboleno (0,44), 7-epi-α-selineno (0,13), óxido de cariofileno (0,09), 

β-eudesmol (0,13), 14-hidróxi-9-epi-β-cariofileno (0,13).


EUCALIPTO (Eucalyptus globulus Labill. – Myrtaceae) 

Folha (%): α-tujeno (0,24), α-pineno (3,16), mirceno (0,51), α-felandreno (8,39), α-terpineno 

(0,67), p-cimeno (2,01), limoneno (3,36), 1,8-cineol (35,26), (E)-β-ocimeno (0,13), γ-terpineno 

(8,18), terpinoleno (3,65), linalol (0,33), terpinen-4-ol (1,91), α-terpineol (0,64), piperitona (1,64), 

acetato de α-terpinila (10,47), α-copaeno (2,05), acetato de geranila (0,19), β-cariofileno (3,84), 

aromadendreno (0,64), α-humuleno (0,53), allo-aromadendreno (0,33), γ-muuroleno (0,66), 

α-selineno (0,59), biciclogermacreno (0,71), δ-cadineno (1,67), cadina-1,4-dieno (0,50), ledol 

(0,19), espatulenol (0,97), óxido de cariofileno (0,41), globulol (1,74), 1-epi-cubenol (1,20), 

α-muurolol (0,26), cubenol (0,60), α-cadinol (0,18). 

FEDEGOSO (Heliotropicum indicum L. – Boraginaceae) 

Planta inteira (%): α-pineno (0,07), 2-pentilfurano (0,53), α-felandreno (0,50), limoneno (1,86), 

terpinoleno (0,23), nonanal (6,21), decanol (0,87), safrol (3,47), α-copaeno (2,09), β-bourboneno 

(0,10), β-elemeno (1,79), cipereno (26,44), β-cariofileno (21,11), trans-α-bergamoteno (1,04), 

α-guaieno (0,24), α-humuleno (4,18), rotundeno (4,56), dodecanol (0,35), γ-muuroleno (0,45), 

germacreno D (5,38), (E)-β-ionona (0,62), biciclogermacreno (0,88), β-bisaboleno (3,65), 

δ-cadineno (3,28), (E)-γ-bisaboleno (1,05), germacreno B (1,52). 

GENGIBRE (Zingiber officinale Roscoe – Zingiberaceae) 

Rizoma (%): tricicleno (0,31), α-pineno (4,57), canfeno (15,61), β-pineno (0,75), mirceno (2,33), 

α-felandreno (0,34), limoneno (2,29), β-felandreno (4,45), 1,8-cineol (7,83), γ-terpineno (0,15), 

terpinoleno (0,48), linalol (1,21), cânfora (0,16), citronelal (0,19), borneol (1,48), terpinen-4-ol 

(0,31), α-terpineol (1,61), citronelol (1,11), neral (5,63), geraniol (3,64), geranial (15,42), acetato 

de bornila (0,15), ar-curcumeno (2,03), α-zingibereno (7,87), γ-muuroleno (1,16), β-bisaboleno 

(2,18), γ-cadineno (0,30), β-sesquifelandreno (3,35), (E)-nerolidol (1,05), β-eudesmol (1,41), 

β-bisabolol (0,36), α-bisabolol (0,42), (E,E)-α-farnesol (0,34). 

HORTELÃ-DE-PANELA (Mentha spicata L. – Lamiaceae) 

Parte aérea (%): α-pineno (2,30), β-pineno (3,84), mirceno (5,42), α-terpineno (0,69), limoneno 

(10,19), (E)-β-ocimeno (0,53), γ-terpineno (0,90), cis-hidrato de sabineno (3,50), terpinoleno (0,77), 

trans-hidrato de sabineno (0,58), acetato de octan-3-ila (3,20), δ-terpineol (0,29), terpinen-4-ol (1,50), 

p-cimen-8-ol (0,64), α-terpineol (0,54), mirtenal (0,32), 2-metil-3-fenilpropanol (1,21), 

3-metilbutanoato de (3Z)-hexenila (0,22), carvona (0,14), trans-epóxido de piperitona (1,19), cisóxido 

de carvona (2,73), δ-elemeno (0,22), piperitenona (0,53), óxido de piperitenona (26,24), 

β-bourboneno (0,73), β-elemeno (0,94), α-gurjuneno (0,75), β-cariofileno (3,63), β-gurjuneno 

(0,69), trans-muurola-3,5-dieno (1,44), (E)-β-farneseno (2,32), cis-cadina-1(6), 4-dieno (1,73), 

germacreno D (3,57), epizonareno (0,88), γ-cadineno (0,41), trans-calameneno (1,82), trans-cadina- 

1,4-dieno (0,07), α-cadineno (0,39), óxido de cariofileno (0,31), ledol (0,07), 1,10-di-epi-cubenol 

(0,75), α-cadinol (0,86), 14-hidróxi-9-epi-β-cariofileno (0,15), pentadecanal (0,17).


HORTELÃ-DO-MARANHÃO [Plectranthus amboinicus (Lour.) Spreng. – Lamiaceae] 

Parte aérea (%): α-tujeno (0,12), mirceno (0,28), α-terpineno (0,77), p-cimeno (3,86), γ-terpineno 

(10,36), cis-hidrato de sabineno (0,15), carvacrol (66,24), β-cariofileno (10,44), transα-bergamoteno 

(4,90), α-humuleno (1,71), óxido de cariofileno (0,52), dilapiol (0,52). 

HORTELÃ-PIMENTA (Mentha pulegium L. – Lamiaceae) 

Parte aérea (%): α-pineno (1,56), β-pineno (1,62), octan-3-ol (2,20), limoneno (2,56), mentona 

(4,72), iso-mentona (7,42), isopulegona (1,76), iso-mentol (1,44), coahuilensol metil éster (0,56), 

pulegona (49,28), piperitona (1,50), p-menta-1,8-dien-3-ona (0,11), acetato de neo-mentila 

(0,14), acetato de mentila (0,13), piperitenona (6,27), β-cariofileno (0,20), α-humuleno (0,28), 

6,10,14-trimetil-2-pentadecanona (0,14). 

JAPANA [Ayapana triplinervis (M. Vahl) R. M. King & H. Rob. – Asteraceae] 

Parte aérea (%): α-pineno (9,53), benzaldeído (1,72), β-pineno (13,82), α-felandreno (3,53), 

o-cimeno (1,30), silvestreno (1,29), γ-terpineno (0,15), α-terpineol (0,20), metilchavicol (0,25), 

metiltimol (2,09), metilcarvacrol (1,01), timol (0,52), carvacrol (0,22), δ-elemeno (0,19), β-elemeno 

(0,25), cipereno (3,07), β-cariofileno (0,44), 2,5-dimetóxi-p-cimeno (34,63), α-humuleno (3,49), 

9-epi-β-cariofileno (1,18), β-selineno (2,93), cis-β-guaieno (0,97), α-bulneseno (0,17), γ-cadineno 

(1,53), δ-cadineno (2,20), óxido de cariofileno (0,87), dilapiol (0,64), α-muurolol (0,26), α-cadinol 

(0,23), heneicosano (0,22), tetracosano (0,07). 

JATOBÁ (Hymenaea courbaryl L. - Fabaceae) 

Resina (%): β-cariofileno (69,53), trans-α-bergamoteno (17,06), α-humuleno (5,17), 

ar-curcumeno (0,17), β-bisaboleno (6,73), óxido de cariofileno (0,47). 

LENÇOL-DE-SANTA-BÁRBARA (Piper marginatum Jacq. – Piperaceae) 

Folha-caule (%): α-pineno (3,44), β-pineno (1,80), mirceno (1,42), δ-3-careno (8,86), silvestreno 

(1,07), (Z)-β-ocimeno (2,90), (E)-β-ocimeno (4,99), γ-terpineno (0,31), terpinoleno (0,78), linalol 

(1,03), allo-ocimeno (1,79), borneol (0,12), metilchavicol (0,66), safrol (7,07), δ-elemeno (1,65), 

α-copaeno (0,54), β-bourboneno (1,08), β-elemeno (1,52), metileugenol (3,61), β-cariofileno 

(3,34), β-gurjuneno (0,57), α-humuleno (1,30), croweacina (6,83), asaricina (2,17), miristicina 

(5,21), M = 192 (4,64), 3,4-metilenodioxipropriofenona (6,50), elemol (1,23), elemicina (5,45), 

isoelemicina (2,24), óxido de cariofileno (0,58), rosifoliol (0,16), 10-epi-γ-eudesmol (0,32), 

muurola-4,10(14), dien-1β-ol (1,22), 2-hidroxi-5,5-metilenodioxipropriofenona (5,83), 

α-eudesmol (0,90), α-cadinol (0,90), cis-fitol (0,35). 

LOSNA (Artemisia vulgaris L. – Asteraceae) 

Parte aérea (%): α-pineno (0,13), sabineno (0,38), β-pineno (0,65), limoneno (0,31),1,8-cineol 

(1,73), cis-tujona (27,89), trans-tujona (2,61), trans-sabinol (0,25), borneol (0,56), terpinen-4-ol


(0,17), acetato de lavandulila (0,44), β-elemeno (0,31), β-cariofileno (18,78), α-humuleno (6,71), 

2-metilpropanoato de geranila (0,52), germacreno D (32,33), (Z)-γ-bisaboleno (0,75), 

biciclogermacreno (1,17), δ-cadineno (0,55), (E)-nerolidol (0,34), espatulenol (0,48), óxido de 

cariofileno (0,52), 1-epi-cubenol (0,23), epi-α-muurolol (0,23), α-cadinol (0,62). 

MACACAPORANGA [Aniba parviflora (Meisn.) Mez – Lauraceae] 

Folha-caule (%): p-cimeno (2,42), limoneno (1,26), cis-óxido de linalol (0,91), trans-óxido de 

linalol (0,79), linalol (53,60), terpinen-4-ol (0,53), α-terpineol (2,00), β-cariofileno (1,58), 

aromadendreno (0,43), α-humuleno (0,28), β-selineno (1,75), α-selineno (0,34), elemol (0,60), 

(E)-nerolidol (0,62), espatulenol (15,44), óxido de cariofileno (4,12), guaiol (0,56), epóxido de 

humuleno II (1,13), γ-eudesmol (3,42), desmetoxiencecalina (0,25), β-eudesmol (1,37), 

α-eudesmol (1,24), bulnesol (0,45), benzoato de benzila (0,82). 

MACELA [Pluchea sagittalis (Lam.) Cabrera – Asteraceae] 

Parte aérea (%): α-tujeno (0,07), α-pineno (0,26), sabineno (0,10), β-pineno (0,38), mirceno 

(0,52), limoneno (0,12), 1,8-cineol (0,07), (Z)-β-ocimeno (0,10), (E)-β-ocimeno (0,09), linalol 

(0,07), nonanal (0,05), decanal (0,07), safrol (0,17), 1-trideceno (0,17), (E,E)-2,4-decadienal 

(0,05), δ-elemeno (0,33), α-copaeno (3,87), β-bourboneno (5,42), β-elemeno (0,41), 

β-cariofileno (12,85), β-gurjuneno (0,78), α-humuleno (4,41), allo-aromadendreno (3,05), 

γ-gurjuneno (0,24), germacreno D (25,59), biciclogermacreno (10,89), (E,E)-α-farneseno (1,15), 

δ-cadineno (2,29), espatulenol (3,81), óxido de cariofileno (3,33), epóxido de humuleno II 

(0,30), epi-α-muurolol (0,62), α-cadinol (0,73), pentadecanol (0,67), ácido palmítico (0,67), 

ácido esteárico (0,14). 

MALVA-ROSA (Pelargonium graveolens L´Hér. – Geraniaceae) 

Parte aérea (%): mirceno (0,84), limoneno (0,33), (Z)-β-ocimeno (0,17), (E)-β-ocimeno (0,35), 

cis-furanóxido de linalol (0,44), trans-furanóxido de linalol (0,36), linalol (2,70), cis-óxido de 

rosa (0,51), trans-óxido de rosa (0,41), mentona (1,31), isomentona (6,15), isomentol (0,26), 

α-terpineol (0,10), citronelol (12,80), neral (1,28), geraniol (7,54), trans-mirtanol (0,53), geranial 

(2,24), formiato de citronelila (4,48), formiato de nerila (0,34), safrol (0,13), formiato de geranila 

(2,39), álcool perílico (0,11), ácido citronélico (0,28), acetato de citronelila (0,75), acetato de 

nerila (0,72), α-copaeno (0,51), β-bourboneno (1,25), β-elemeno (0,29), propanoato de 

citronelila (0,75), guaia-6,9-dieno (0,75), allo-aromadendreno (0,20), propanoato de geranila 

(1,39), β-selineno (0,46), α-muuroleno (0,26), γ-cadineno (0,73), trans-calameneno (1,65), 

furopelargona A (0,75), butanoato de geranila (2,32), tiglato de feniletila (6,09), viridiflorol 

(0,39), epóxido de humuleno II (0,98), dilapiol (1,77), epi-α-muurolol (0,70), (2E,6Z)-farnesol 

(1,26), (2E,6E)-farnesol (0,85), pentadecanol (1,09).


MANGARATAIA (Curcuma longa L. - Zingiberaceae) 

Rizoma (%): α-pineno (0,66), mirceno (0,40), α-felandreno (7,54), p-cimeno (1,39), 1,8-cineol 

(10,50), γ-terpineno (0,61), terpinoleno (2,76), mircenona (0,17), δ-terpineol (0,24), terpinen-4-ol 

(0,61), α-terpineol (0,99), safrol (0,70), β-cariofileno (0,41), sesquisabineno (0,27), ar-curcumeno 

(1,75), α-zingibereno (2,05), β-bisaboleno (0,42), β-curcumeno (0,21), β-sesquifelandreno (2,63), 

ar-turmerol (2,46), ar-turmerona (20,40), turmerona (3,53), curlona (10,36), curcufenol (0,74), 

(6S,7R)-bisabolona (1,23), (E)-α-atlantona (1,21). 

MANJERICÃO (Ocimum cf. x citriodorum Vis. – Lamiaceae) 

Folha (%): α-pineno (0,38), sabineno (0,13), β-pineno (0,38), mirceno (0,24), limoneno (8,09), 

1,8-cineol (11,32), (E)-β-ocimeno (0,57), γ-terpineno (0,12), cis-hidrato de sabineno (0,12), linalol 

(16,50), cânfora (0,36), terpinen-4-ol (0,86), metilchavicol (55,79), carvona (0,85), β-elemeno 

(0,13), β-cariofileno (0,55), trans-α-bergamoteno (0,06), γ-muuroleno (0,17), β-selineno (0,84), 

α-selineno (0,88), α-bulneseno (0,04), β-bisaboleno (0,05), γ-cadineno (0,12), 1,10-di-epicubenol 

(0,03), epi-α-cadinol (0,35). 

MANJERICÃO-DA-FOLHA-MIÚDA (Ocimum minimum L. – Lamiaceae) 

Parte aérea (%): α-tujeno (0,06), α-pineno (0,58), sabineno (0,12), β-pineno (0,45), mirceno (0,27), 

α-terpineno (0,08), limoneno (11,11), 1,8-cineol (13,87), (E)-β-ocimeno (0,56), γ-terpineno (0,31), 

terpinoleno (0,09), linalol (15,24), cânfora (0,35), terpinen-4-ol (2,30), metilchavicol (49,35), carvona 

(1,21), trans-acetato de carvila (0,02), eugenol (0,15), β-bourboneno (0,03), β-elemeno (0,19), 

β-cariofileno (0,52), trans-α-bergamoteno (0,04), α-guaieno (0,04), (Z)-β-farneseno (0,97), 

γ-muuroleno (0,12), β-selineno (0,67), α-selineno (0,63), α-bulneseno (0,08), γ-cadineno (0,09), 

1,10-di-epi-cubenol (0,03), epi-α-cadinol (0,23), β-eudesmol (0,04), selin-11-en-4α-ol (0,04). 

MANJERONA (Lippia thymoides Martius ex Schauer - Verbenaceae) 

Folha-caule (%): α-tujeno (1,21), α-pineno (0,09), canfeno (0,03), mirceno (1,96), δ-2-careno 

(0,04), δ-3-careno (0,03), α-terpineno (1,07), p-cimeno (12,10), (E)-limoneno (0,14), 1,8-cineol 

(0,51), (E)-β-ocimeno (0,03), γ-terpineno (12,37), terpinoleno (0,03), terpinen-4-ol (0,13), 

metiltimol (0,81), timol (62,67), carvacrol (0,05), acetato de timila (3,30), eugenol (0,01), 

α-copaeno (0,02), β-cariofileno (2,56), trans-α-bergamoteno (0,05), α-humuleno (0,20), 

germacreno D (0,08), δ-cadineno (0,07), germacreno B (0,02), óxido de cariofileno (0,13), epóxido 

de humuleno II (0,02), epi-α-muurolol (0,03). 

MASTRUZ [Dysphania ambrosioides (L.) Mosyakin & Clemants – Amaranthaceae] 

Parte aérea (%): mirceno (0,47), α-terpineno (35,01), γ-terpineno (2,68), terpinoleno (0,78), 1,3,8- 

p-mentatrieno (0,25), ascaridol (1,30), cis-peróxido de piperitona (0,62), trans-peróxido de piperitona 

(7,85), iso-ascaridol (34,28), epóxido de ascaridol (tentativa) (0,35), acetato de citronelila (0,07).


ORIZA (Pogostemon heyneanus Benth. – Lamiaceae) 

Parte aérea (%): α-pineno (0,29), β-pineno (0,68), limoneno (0,09), δ-elemeno (0,15), 

β-patchouleno (1,69), β-elemeno (1,41), ciclosseicheleno (1,02), β-cariofileno (2,33), 

aromadendreno (4,25), seicheleno (4,26), α-patchouleno (7,28), γ-patchouleno (0,88), acifileno 

(3,34), α-bulneseno (7,68), 7-epi-α-selineno (0,69), nor-patchoulenol (2,20), óxido de cariofileno 

(4,06), epóxido de humuleno II (1,46), pogostol (0,75), álcool de patchouli (21,35), isocorimbolona 

(1,36), corimbolona (1,25). 

PACOVA-CATINGA (Renealmia sp. – Zingiberaceae) 

Parte aérea (%): α-pineno (21,14), canfeno (1,98), β-pineno (66,31), limoneno (0,88), 

β-cariofileno (0,28), geranilacetona (0,85), β-selineno (0,60), valenceno (1,20), α-selineno (0,22), 

7-epi-α-selineno (3,89), dilapiol (0,52). 

PATAQUEIRA [Conobea scoparioides (Cham. & Schltdl.) Benth. – Plantaginaceae] 

Parte aérea (%): α-pineno (0,05), octan-3-ona (0,15), δ-3-careno (0,01), α-felandreno (20,26), 

p-cimeno (0,68), limoneno (0,03), β-felandreno (0,05), (E)-β-ocimeno (0,06), γ-terpineno (0,07), 

linalol (0,04), p-cimen-8-ol (0,02), metiltimol (37,45), timol (40,73), (E,E)-α-farneseno (0,17), 

dilapiol (0,13). 

PATCHULI [Chrysopogon zizanioides (L.) Roberty – Poaceae] 

Raiz (%): prezizaeno (0,15), kusimeno (0,64), γ-muuroleno (0,20), δ-amorfeno (1,26), δ-cadineno 

(1,11), α-calacoreno (0,26), β-vetiveneno (2,61), kusimona (0,74), junenol (6,22), γ-eudesmol 

(1,13), 1-epi-cubenol (0,96), α-eudesmol (2,09), α-cadinol (7,22), epi-zizanona (2,46), 

vetiselinenol (2,88), kusimol (15,54), biciclovetivenol (9,30), β-vetivona (2,45), α-vetivona (2,96). 

PAU-DE-ANGOLA (Piper alatipetiolatum Yunck. - Piperaceae) 

Folha-caule (%): (E)-β-ocimeno (0,22), safrol (0,05), δ-elemeno (0,36), α-copaeno (0,06), 

β-elemeno (1,95), β-cariofileno (3,79), β-copaeno (0,39), trans-α-bergamoteno (0,27), selina- 

5,11-dieno (1,34), α-humuleno (1,85), isvarano (10,59), aristolocheno (1,78), valenceno (3,07), 

α-muuroleno (0,28), nootkateno (1,18), 7-epi-α-selineno (0,88), δ-cadineno (0,83), trans-cadina- 

1,4-dieno (0,04), elemol (0,25), elemicina (0,15), (Z)-isoelemicina (0,66), óxido de cariofileno 

(1,14), epóxido de humuleno II (0,55), (Z)-asarona (0,53), α-cadinol (0,69), (E)-asarona (2,57), 

M = 218 (48,40), 3-isvarol (traços), 3-isvarona (traços), nootkatol (0,12), nootkatona (0,63), 

cis-fitol (0,31). 

PAU-ROSA (Aniba rosaeodora Ducke – Lauraceae) 

Folha (%): α-pineno (0,34), β-pineno (0,26), mirceno (0,59), (E)-β-ocimeno (0,27), cis-furanóxido 

de linalol (3,55), trans-furanóxido de linalol (2,70), linalol (51,75), diidro-2,26-trimetil-6-vinil- 

2H-piran-3(4H)-ona (0,85), cis-piranóxido de linalol (0,08), trans-piranóxido de linalol (0,14),


α-terpineol (0,15), geraniol (0,12), α-copaeno (3,39), β-elemeno (0,41), β-cariofileno (0,53), 

α-guaieno (0,09), α-humuleno (0,11), 4,5-di-epi-aristolocheno (0,15), β-selineno (3,79), α- 

selineno (2,75), 7-epi-α-selineno (0,09), δ-cadineno (0,21), (E)-nerolidol (0,31), espatulenol (3,82), 

óxido de cariofileno (1,10), guaiol (0,51), epóxido de humuleno II (0,84), selina-3,11-dien-6α-ol 

(0,34), neo-intermedeol (1,76), (Z)-α-santalol (2,52), germacra-4(15),5,10(14)-trien-1α-ol (0,14), 


Caule (%): α-pineno (0,29), β-pineno (0,21), limoneno (0,43), cis-furanóxido de linalol (0,69), 

trans-furanóxido de linalol (0,75), linalol (89,93), α-terpineol (0,44), α-copaeno (1,23), β-elemeno 

(0,38), β-cariofileno (0,26), β-selineno (0,52), α-selineno (0,49), óxido de cariofileno (0,47), 


PIMENTA-LONGA (Piper aduncum L. – Piperaceae) 

Folha-caule (%): α-tujeno (0,05), α-pineno (1,17), canfeno (0,06), β-pineno (0,93), mirceno (0,21), 

α-felandreno (0,32), α-terpineno (0,29), p-cimeno (0,36), limoneno (0,49), δ-3-careno (0,36), 

(Z)-β-ocimeno (0,14), (E)-β-ocimeno (0,25), γ-terpineno (0,89), terpinoleno (0,38), linalol (0,04), 

cis-p-ment-2-en-1-ol (0,14), trans-p-ment-2-en-1-ol (0,11), terpinen-4-ol (1,27), α-terpineol 

(0,13), trans-piperitol (0,07), piperitona (6,07), α-copaeno (0,65), β-cariofileno (2,77), 

aromadendreno (0,04), α-humuleno (1,23), γ-muuroleno (0,11), germacreno D (0,59), β-selineno 

(0,25), δ-cadineno (0,09), miristicina (0,91), espatulenol (0,17), óxido de cariofileno (0,92), 

epóxido de humuleno II (0,60), dilapiol (70,45). 

PRIPRIOCA (Cyperus articulatus var. articulatus L. – Cyperaceae) 

Rizoma (%) (ZOGHBI et al., 2008): α-pineno (5,7-12,3), canfeno (zero-0,1), tuja-2,4(10)-dieno 

(0,7-0,9), sabineno (zero-0,1), β-pineno (4,2-6,6), p-cimeno (0,3-0,8), limoneno (0,7-1,3), 

1,8-cineol (zero-0,2), p-cimeneno (zero-0,4), α-canfolenal (0,4-0,7), trans-pinocarveol (5,5-6,0), 

trans-verbenol (1,6-2,7), cis-verbenol (0,4-1,0), pinocarvona (1,4-2,1), p-menta-1,5-dien-8-ol 

(1,2-2,8), terpinen-4-ol (0,1-0,2), p-cimen-8-ol (zero-0,6), mirtenal + mirtenol (5,8-6,3), 

verbenona (1,5-3,9), trans-carveol (0,5-0,6), cis-carveol (zero-0,1), carvona (0,2-0,5), p-cimen- 

7-ol (zero-0,1), cipera-2,4-dieno (zero-0,3), α-copaeno (2,2-3,3), β-elemeno (zero-0,1), cipereno 

(1,8-4,3), β-cariofileno (zero-0,1), α-guaieno (zero-0,2), α-humuleno (zero-0,2), rotundeno (0,5- 

0,8), germacreno D (zero-1,0), eudesma-2,4,11-trieno (zero-0,7), β-selineno (0,3-2,7), α-selineno 

(zero-1,2), α-bulneseno (0,6-2,1), δ-cadineno (0,4-1,0), trans-calameneno (0,5-0,8), α-calacoreno 

(0,8-1,4), óxido de cariofileno (4,6-10,8), ledol (3,2-4,6), β-copaen-4α-ol (zero-1,0), epóxido de 

humuleno II (1,3-2,4), dilapiol (1,0-1,4), patchoulenona (1,0-1,6), cariofila-4(14),8(15)-dien-5α-ol 

(zero-0,6), M = 218 (2,1-4,4), eudesma-3,11-dien-5-ol (zero-0,7), mustacona (9,8-14,5), 

ciperotundona (3,7-5,4), M = 218 (0,5-1,5), M = 220 (0,5-0,7), α-ciperona (1,4-5,9), aristolona 

(0,5-0,6).


PRIPRIOCA (Cyperus articulatus var. nodosus L. – Cyperaceae) 

Rizoma (%) (ZOGHBI et al., 2008): α-pineno (4,7-11,9), canfeno (zero-0,2), tuja-2,4(10)-dieno 

(0,1-0,9), sabineno (0,1-0,2), β-pineno (3,1-7,4), p-cimeno (0,1-0,6), limoneno (0,6-1,0), 

1,8-cineol (zero-0,8), p-cimeneno (0,3-0,6), α-canfolenal (zero-0,6), trans-pinocarveol (1,8-8,1), 

trans-verbenol (0,9-2,7), cis-verbenol (zero-0,9), pinocarvona (1,6-2,0), p-menta-1,5-dien-8-ol 

(zero-0,8), terpinen-4-ol (0,1-2,4), p-cimen-8-ol (zero-1,1), mirtenal + mirtenol (3,8-8,3), 

verbenona (0,1-3,0), trans-carveol (0,1-0,9), cis-carveol (zero-0,1), carvona (0,2-0,6), p-cimen- 

7-ol (zero-0,3), α-copaeno (2,1-7,3), β-elemeno (0,1-0,4), cipereno (0,6-8,9), β-cariofileno (zero- 

0,7), α-guaieno (0,3-1,5), α-humuleno (zero-1,5), rotundeno (0,4-1,4), germacreno D (zero- 

0,7), eudesma-2,4,11-trieno (0,9-1,4), β-selineno (zero-3,3), α-selineno (0,9-1,7), α-bulneseno 

(0,8-3,0), δ-cadineno (0,7-1,0), trans-calameneno (0,3-1,1), α-calacoreno (0,7-1,4), óxido de 

cariofileno (5,4-13,7), ledol (2,5-8,3), β-copaen-4α-ol (0,7-1,1), epóxido de humuleno II 

(1,5-11,2), dilapiol (zero-1,6), patchoulenona (0,4-2,4), cariofila-4(14),8(15)-dien-5α-ol (zero- 

0,9), M = 218 (0,7-4,0), eudesma-3,11-dien-5-ol (0,9-3,6), mustacona (6,6-14,5), ciperotundona 

(2,6-5,3), M = 218 (1,2-2,0), M = 220 (0,5-1,8), α-ciperona (1,4-4,6), aristolona (0,2-1,1). 

PRIPRIOCÃO (Cyperus prolixus Kunth - Cyperaceae) 

Rizoma (%) (ZOGHBI et al., 2008): α-pineno (1,0-1,3), tuja-2,4(10)-dieno (0,1-0,1), β-pineno 

(1,4-2,4), p-ment-3-eno (traços-0,1), p-cimeno (0,2-0,2), limoneno (0,4-1,0), 1,8-cineol (0,8-0,9), 

cis-óxido de limoneno (traços-0,1), α-canfolenal (traços-0,1), trans-pinocarveol (2,0-2,5), transverbenol 

(0,1-0,2), cis-verbenol (0,1-0,2), trans-β-terpineol (traços-0,1), pinocarvona (0,5-0,7), 

p-menta-1,5-dien-8-ol (0,2-0,3), cis-pinocanfona (0,1-0,5), terpinen-4-ol (0,2-0,3), p-cimen-8- 

ol (0,2-0,3), mirtenal + mirtenol (2,3-2,8), trans-diidrocarvona (0,1-0,1), verbenona (0,3-0,6), 

trans-carveol (0,2-0,3), carvona (0,2-0,4), p-cimen-7-ol (0,1-0,1), ciclossativeno (0,2-0,4), α- 

copaeno (1,4-2,1), β-elemeno (0,1-0,1), cipereno (0,1-0,1), β-cariofileno (0,1-0,4), tujopsadieno 

(0,9-1,2), eudesma-2,4,11-trieno (1,2-1,5), β-selineno (3,1-6,5), α-selineno (0,6-1,4), δ-cadineno 

(0,1-0,4), trans-calameneno (0,3-0,3), α-calacoreno (1,9-2,2), óxido de cariofileno (6,9-26,8), 

epóxido de humuleno II (4,4-4,9), cariofila-4(14),8(15)-dien-5α-ol (3,6-4,6), selina-3,11-dien- 

6α-ol (traços-1,0), eudesma-3,11-dien-5-ol (0,8-4,5), 14-hidróxi-9-epi-β-cariofileno (9,6-16,7), 

α-ciperona (13,5-20,6). 

PRIPRIOQUINHA (Cyperus rotundus L. - Cyperaceae) 

Rizoma (%) (ZOGHBI et al., 2008): α-pineno (0,6), sabineno (0,1), β-pineno (1,5), p-ment-3-eno 

(0,1), limoneno (0,2), 1,8-cineol (0,2), α-canfolenal (0,1), trans-pinocarveol (1,1), trans-verbenol 

(0,3), pinocarvona (0,7), p-menta-1,5-dien-8-ol (0,1), mirtenal + mirtenol (1,7), verbenona (0,2), 

trans-carveol (0,1), ciproteno (0,2), cipera-2,4-dieno (0,4), cipereno (3,9), rotundeno (0,7), 

eudesma-2,4,11-trieno (1,8), β-selineno (5,0), α-selineno (2,0), epi-cubebol (0,9), δ-cadineno


(0,6), trans-calameneno (0,2), epóxicipereno (1,3), óxido de cariofileno (6,9), epóxido de 

humuleno II (2,4), patchoulenona (4,3), eudesma-3,11-dien-5-ol (6,2), isociperol (6,7), ciperol 

(5,6), ciperotundona (12,1), rotundona (4,8), eudesma-11-en-4α,6α-diol (1,3), α-ciperona (22,8), 

eudesma-3,11-dien-2-ona (1,1). 

SACACA (Croton cajucara Benth. – Euphorbiaceae) 

Folha-caule (%): heptan-2-ol (0,35), α-pineno (0,23), p-cimeno (0,17), limoneno (0,97), acetato de 

hept-2-ila (1,09), terpinoleno (0,26), linalol (38,21), α-terpineol (0,48), acetato de linalila (0,22), 

limonen-10-ol (0,41), timol (0,14), p-ment-1-en-9-ol (0,11), δ-elemeno (0,70), α-ilangeno (0,07), 

α-copaeno (0,29), acetato de geranila (0,05), β-bourboneno (0,53), 7-epi-sesquitujeno (0,36), 

italiceno (0,15), sesquitujeno (0,09), β-cariofileno (5,10), β-copaeno (0,18), γ-elemeno (0,21), alloaromadendreno 

(0,19), geranilacetona (0,13), α-humuleno (0,85), sesquisabineno (7,21), 

γ-amorfeno (0,15), ar-curcumeno (2,06), α-zingibereno (2,08), α-muuroleno (0,14), β-bisaboleno 

(1,01), cubebol (0,42), β-sesquifelandreno (3,54), (E)-γ-bisaboleno (0,77), (E)-nerolidol (8,94), 

espatulenol (2,80), óxido de cariofileno (1,23), 1,3,5-bisabolatrien-7-ol (2,79), α-muurolol (2,61), 

α-cadinol (0,56), helifolenol B (0,15), α-bisabolol (0,25), (2Z,6E)-farnesol (0,50). 

SALVA-DO-MARAJÓ (Hyptis crenata Pohl – Lamiaceae) 

Parte aérea (%): α-pineno (12,73), β-pineno (10,66), δ-3-careno (14,08), 1,8-cineol (16,99), 

(E)-β-ocimeno (0,08), γ-terpineno (5,31), terpinoleno (3,53), linalol (0,54), endo-fenchol (0,16), 

cis-p-ment-2-en-1-ol (0,44), trans-p-ment-2-en-1-ol (0,18), hidrato de canfeno (0,72), borneol 

(5,08), terpinen-4-ol (2,42), α-terpineol (3,05), mirtenol (0,24), trans-piperitol (0,10), fragranol 

(0,10), timol (0,28), carvacrol (0,22), isoledeno (0,50), (E)-cinamato de metila (0,05), α-gurjuneno 

(0,60), aromadendreno (4,69), allo-aromadendreno (1,46), γ-gurjuneno (0,33), viridifloreno 

(2,76), α-bulneseno (0,23), γ-cadineno (0,11), δ-cadineno (0,35), globulol (5,92), rosifoliol (0,38), 

ledol (0,38), dilapiol (0,44), α-cadinol (0,08). 

TREVO-SÃO-JOÃO (Unxia camphotata L. f. – Asteraceae) 

Folha (%): α-tujeno (0,12), α-pineno (1,47), canfeno (10,92), β-pineno (1,38), α-felandreno 

(5,22), p-cimeno (0,24), limoneno (0,3), cânfora (39,97), borneol (5,58), β-cariofileno (6,41), 

trans-α-bergamoteno (0,40), epi-β-santaleno (0,39), α-humuleno (0,30), germacreno D (15,41), 

biciclogermacreno (0,54), δ-cadineno (0,33), (E)-γ-bisaboleno (7,98), óxido de cariofileno (0,08), 

junenol (2,44), epi-α-cadinol (0,18), α-cadinol (0,27), selin-11-en-4α-ol (0,06). 

Caule (%): canfeno (0,57), α-felandreno (50,74), p-cimeno (6,29), limoneno (0,52), cânfora (2,38), 

borneol (0,28), metiltimol (2,48), β-cariofileno (4,44), α-humuleno (0,31), germacreno D (14,42), 

β-selineno (1,17), α-muuroleno (0,14), γ-cadineno (0,24), δ-cadineno (1,26), (E)-γ-bisaboleno 

(3,76), junenol (9,84), epi-α-cadinol (0,19), epi-α-muurolol (0,13), α-cadinol (0,56).


Inflorescência (%): α-pineno (0,64), canfeno (3,48), β-pineno (0,46), mirceno (0,22), α-felandreno 

(48,89), p-cimeno (5,86), limoneno (1,44), cânfora (9,95), borneol (1,81), β-cariofileno (3,01), 

trans-α-bergamoteno (0,21), epi-β-santaleno (0,16), α-humuleno (0,21), germacreno D (9,50), 

biciclogermacreno (0,91), δ-cadineno (0,66), (E)-γ-bisaboleno (3,87), óxido de cariofileno (0,28), 

junenol (5,28), γ-eudesmol (0,19), epi-α-cadinol (0,42), α-cadinol (1,06). 

Raiz (%): α-felandreno (34,41), p-cimeno (3,59), limoneno (0,19), cânfora (0,32), metiltimol 

(22,54), aldeído cumínico (0,37), β-cariofileno (3,38), β-gurjuneno (0,18), trans-α-bergamoteno 

(0,49), α-humuleno (0,91), germacreno D (8,68), biciclogermacreno (1,27), α-muuroleno (0,32), 

γ-cadineno (0,54), δ-cadineno (1,90), (E)-γ-bisaboleno (0,37), espatulenol (0,38), junenol (7,84), 

epi-α-cadinol (0,29), epi-α-muurolol (0,25), α-cadinol (1,03), androencecalinol (1,07). 

VASSOURINHA (Scoparia dulcis L. - Plantaginaceae) 

Parte aérea (%): tricicleno (4,28), α-pineno (0,86), canfeno (traços), β-pineno (2,81), 2-pentil 

furano (1,18), α-terpineno (traços), limoneno (traços), γ-terpineno (traços), terpinoleno (traços), 

safrol (2,47), α-cubebeno (4,73), α-copaeno (11,52), β-bourboneno (5,55), β-cariofileno (30,63), 

β-gurjuneno (0,84), α-humuleno (12,61), germacreno D (9,92), α-muuroleno (1,19), transcalameneno 

(7,02), trans-cadina-1,4-dieno (2,55). 

VICK (Menta arvensis L. - Lamiaceae) 

Parte aérea (%): α-pineno (0,07), sabineno (0,08), mirceno (0,06), 3-octanol (0,06), 

limoneno (0,13), mentona (0,19), isomentona (0,21), mentol (98,23), α-terpineol (0,06), 

piperitona (0,08), β-cariofileno (0,09), acetato de (3Z)-fenilhexenila (0,01). 

VINDICÁ [Alpinia zerumbet (Pers.) B. L.Burtt & R. M. Sm. – Zingiberaceae] 

Folha (%): α-tujeno (3,43), α-pineno (2,62), canfeno (0,51), sabineno (13,29), β-pineno (6,31), 

mirceno (1,36), α-felandreno (0,43), α-terpineno (3,68), p-cimeno (3,33), limoneno (2,06), 

1,8-cineol (16,65), γ-terpineno (11,72), trans-óxido de linalol (1,38), cis-óxido de linalol (1,70), 

linalol (2,47), trans-hidrato de sabineno (1,65), cis-p-ment-2-en-1-ol (0,46), trans-óxido de 

limoneno (0,34), terpinen-4-ol (14,42), α-terpineol (1,40), β-cubebeno (0,27), β-cariofileno (4,42), 

aromadendreno (0,32), α-humuleno (0,56), β-selineno (0,15), γ-cadineno (0,45), δ-cadineno 

(0,33), (E)-nerolidol (0,83), óxido de cariofileno (1,39), epóxido de humuleno II (0,15), epiα-cadinol 

(0,17), α-cadinol (0,64). 

Caule (%): α-tujeno (2,97), α-pineno (2,22), canfeno (0,49), sabineno (21,64), β-pineno (2,36), 

mirceno (1,68), α-felandreno (0,68), α-terpineno (6,17), p-cimeno (2,32), limoneno (2,32), 

1,8-cineol (17,06), γ-terpineno (12,76), cis-hidrato de sabineno (0,64), cis-óxido de linalol (2,57), 

linalol (1,76), trans-hidrato de sabineno (0,73), cis-p-ment-2-en-1-ol (0,64), trans-p-ment-2- 

en-1-ol (0,43), terpinen-4-ol (13,40), α-terpineol (1,36), trans-piperitol (0,27), β-cubebeno (0,33),


β-cariofileno (1,32), aromadendreno (0,24), α-humuleno (0,23), γ-cadineno (0,39), δ-cadineno 

(0,32), trans-calameneno (0,36), (E)-nerolidol (0,78), óxido de cariofileno (0,52), α-cadinol (0,51). 

VINDICÁ-LEVANTE (Alpinia purpurata (Vieill) K. Schum – Zingiberaceae) 

Folha (%): α-pineno (12,25), canfeno (3,62), sabineno (0,32), β-pineno (36,68), mirceno (0,70), 

limoneno (2,65), terpinoleno (1,69), linalol (0,84), safrol (0,89), (Z)-cinamato de metila (0,39), 

β-cariofileno (1,36), α-humuleno (0,59), germacreno D (6,61), β-selineno (2,61), α-zingibereno (5,11), 

α-selineno (1,29), 7-epi-α-selineno (12,63), γ-eudesmol (0,81), α-cadinol (0,70), bulnesol (2,80). 

Caule (%): tricicleno (0,14), α-pineno (12,37), canfeno (8,25), sabineno (0,11), β-pineno (19,63), 

mirceno (0,62), limoneno (4,52), terpinoleno (0,84), linalol (0,33), cânfora (0,14), α-terpineol 

(0,19), β-cariofileno (3,01), α-humuleno (0,38), germacreno D (4,98), β-selineno (3,01), 

α-zingibereno (5,31), α-selineno (1,26), 7-epi-α-selineno (11,70), epóxido de humuleno II (0,28), 

α-cadinol (0,69), bulnesol (3,18), ni (10,11). 

VINDICÁ-MENINO (Renealmia monosperma Miq. – Zingiberaceae) 

Parte aérea (%): α-pineno (2,86), canfeno (1,98), β-pineno (13,27), mirceno (0,38), α-felandreno 

(0,17), (Z)-β-ocimeno (0,20), p-cimeno (0,23), limoneno (1,12), 1,8-cineol (6,55), terpinoleno 

(3,12), linalol (2,71), cânfora (2,61), borneol (0,41), α-terpineol (0,53), acetato de fenchila (2,62), 

dauceno (0,87), (E)-cinamato de metila (37,99), β-cariofileno (0,83), α-selineno (0,40), 

β-diidroagarofurano (0,73), δ-cadineno (2,40), trans-calameneno (2,09), (E)-nerolidol (0,82), 

óxido de cariofileno (0,61), carotol (2,97), epóxido de humuleno II (0,30), γ-eudesmol (0,48), 

1-epi-cubenol (0,29), γ-eudesmol (0,82), hinesol (0,66), epi-α-muurolol (0,84), α-cadinol (2,99). 

CONCLUSÃO 

A presença de substâncias odoríferas com reconhecido valor como insumo para a perfumaria 

(álcool de patchouli, (E)-cinamato de metila, decanal, e outras) e de comprovada atividade 

farmacológica (β-cariofileno, timol, e outras) presentes nos óleos essenciais das plantas 

aromáticas comercializadas no Ver-o-Peso demonstra o grande potencial comercial da mesma. 


Os autores agradecem ao CNPq/PNOPG pelo financiamento da pesquisa, à Dra. Regina Martins 

da Silva, por ceder uma amostra de óleo de copaíba adquirida no Ver-o-Peso, e ao técnico 

botânico Osvaldo Cardoso, pelo apoio durante os trabalhos de campo, ao Dr. Antonio E. S.


Rocha, pelas identificações e/ou confirmações das identificações botânicas, e ao Dr. R. M. Harley 

pela identificação de Ocimum selloi (cibalena), O. cf. x citriodorum (manjericão), O. 

campechianum (alfavaca), O. gratissimum (alfavacão), O. americanum (estoraque) e Mentha x 

piperita (chama). 

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Chrysopogon zizanioides: rendimento e composição 

química dos óleos essenciais obtidos de amostras 

cultivadas em sete municípios do estado do Pará 


Raimunda Alves Pereira 


INTRODUÇÃO 

Chrysopogon zizanioides (L.) Roberty (patchuli), pertencente à família Poaceae, é nativa da 

Índia, e cultivada em pelo menos 70 países, com especial importância no controle da erosão 

(NRC, 1993). É também um importante insumo para a perfumaria de luxo devido à riqueza de 

notas olfativas do óleo essencial das suas raízes (WEYERSTAHL et al., 2000a), que, de acordo 

com Akhila e Rani (2002), era produzido tradicionalmente nas Ilhas de Java (Indonésia), Reunião 

(França) e Seychelles (África), mas que recentemente também vem sendo produzido no Haiti, 

Japão, Brasil e Índia. A composição química do óleo da raiz de C. zizanioides é uma complexa 

mistura de substâncias sesquiterpênicas, principalmente sesquiterpenos monocíclicos (grupos 

bisabolano e elemol), bicíclicos (grupos eudesmano, nootkatano, spirano, cadinano, norcadinano), 

tricíclicos (grupos cedrano, zizaano, prezizaano) e tetracíclicos (grupo 

ciclocopacanfano) (AKHILA; RANI, 2002). Mais de 170 constituintes já foram identificados em 

óleos das raízes de C. zizanioides do Havaí (WEYERSTAHL; MARSCHALL; SPLITTGERBER, 1996; 

WEYERSTAHL et al., 1997, 2000a,b,c). A composição química dos óleos de C. zizanioides de 

Burundi, na África (DETHIER et al., 1997), de Karnata e Malásia (ADAMS et al., 2008), Índia 

(MALLAVARAPU et al., 2012), Tailândia (PRIPDEEVECH; WONGPORNCHAI; PROMSIRI, 2006), 

Turquia (KIRICI et al., 2011), dos estados brasileiros do Pará (Ilha do Combu) (COSTA et al., 

2006), São Paulo (TALANSIER et al., 2008) e Sergipe (LIMA et al., 2012), além de outros locais, 

foram previamente estudados. Alguns estudos apontaram a influência de diversos fatores na 

composição química e qualidade do óleo de C. zizanioides, tais como tipo e origem da planta, 

técnicas agronômicas, tipo de cultivo, além do processo de extração, dentre outros (DETHIER et 

al., 1997; PRIPDEEVECH; WONGPORNCHAI; PROMSIRI, 2006; ADAMS et al., 2008). Maior 

rendimento de óleo foi obtido por cultivo em solo normal com adição de micróbios, enquanto 

em cultivo semi-hidropônico, os quais não continham fertilizantes e micróbios, o rendimento 

obtido foi muito baixo (PRIPDEEVECH; WONGPORNCHAI; PROMSIRI, 2006). Adams et al. (2004), 

estudando a produção de óleo de C. zizanioides por cultura de tecidos e desenvolvimento em


solo estéril obtiveram rendimento de óleo mais baixo (0,02%) que os de amostras comuns e 

crescendo em solo não esterilizado (0,29 a 0,40%). De acordo com experimento hidropônico 

realizado por Rotkittikhun et al. (2010), o metal chumbo e adição de micróbios pode aumentar 

o rendimento de óleo de C. zizanioides (0,40 a 1,30%). Através de experimento hidropônico e 

enriquecimento do solo com NPK, Dethier et al. (1997) obtiveram rendimentos que variaram 

de 2,10 a 2,90% após 20 meses de cultivo, e sem variação da composição química. Entretanto, 

Adams et al. (2004) relataram que a composição química dos óleos obtidos por cultura de 

tecidos é muito diferente da oriunda de amostras comuns, principalmente quanto a presença 

de alcanos e alcanóis em óleos hidropônicos. 

Não foi encontrada na literatura a composição química do óleo de C. zizanioides cultivada no 

município do Acará, principal fornecedor de raiz de patchuli para o mercado paraense. O objetivo 

deste trabalho foi investigar a composição química e o rendimento de óleo essencial das raízes 

de C. zizanioides coletadas no município do Acará e em outros municípios das áreas costeira e 

fluvial do Pará, e investigar a variação do rendimento de óleo e teor dos principais sesquiterpenos, 

em função do tempo de secagem e de hidrodestilação. 


Amostras botânicas 

As amostras foram coletadas no período de 2004 a 2006, em três municípios localizados em 

área fluvial (Amostra M1: município do Acará, Amostra M2: Barcarena, Amostra M3: Santarém 

Novo), e quatro em área litorânea (Amostra M4: Augusto Corrêa, Amostra M5: São Miguel do 

Guamá, Amostra M6: Maracanã, Amostra M7: Tracuateua) do estado do Pará. As exsicatas das 

Amostras M2, M4 e M7 foram depositadas no Herbário MG do Museu Paraense Emílio Goeldi 

(M2 = 175.154, M4 = 168.786, M7 = 181.753). As amostras foram secas sobre telas de plástico 

durante 30 dias, em sala climatizada com ar condicionado (22 o C) e equipada com 

desumidificador e moídas em moinho de facas. Para comparação do rendimento em função 

do tempo de secagem, a Amostra M5 foi seca durante 30, 60 e 120 dias. 

Extração dos óleos essenciais 

Os óleos foram obtidos por hidrodestilação durante 3 horas, em sistemas de vidro do tipo 

Clevenger, utilizando sistema de refrigeração para manutenção da água de condensação em 

torno de 15 o C. Para avaliar o melhor tempo de hidrodestilação, as amostras M1 e M5 foram 

extraídas em intervalo de 3 h até completar 12 h de extração, e posteriormente em intervalos 

de 1 h, no melhor período observado no experimento anterior (de 3 em 3 h). A Amostra M5


também foi utilizada para investigar o melhor tempo de secagem. Os óleos obtidos foram 

centrifugados a 3.000 r.p.m. durante 5 min, desidratados com Na 2 

SO 4 

anidro, e novamente 

centrifugados nas mesmas condições. As amostras para análise por cromatografia gasosa foram 

preparadas imediatamente após a segunda centrifugação numa proporção de 2 µL do óleo/ 

1 mL de hexano. Para a investigação do melhor tempo de hidrodestilação, as Amostras M1 foi 

extraída de 6 a 12 h, e a Amostra M5 de 6 a 9 h. O rendimento de óleo foi calculado em mL/ 

100g de amostra livre de umidade. O teor de umidade foi determinado através de destilação 

azeotrópica com tolueno durante 3 h, utilizando coletor de vidro Dean & Stark (WHO, 1998). 

Análise da composição química 

A composição química foi obtida por cromatografia em fase gasosa/espectrometria de massas 

em sistema Finnigan Mat INCOS XL equipado com coluna capilar de sílica DB-5MS (30 m x 

0,25 mm x 0,25 µm de espessura de filme). Hélio foi utilizado como gás de arraste em velocidade 

linear de 32 cm/s (medida a 100 o C); a programação de temperatura do forno foi 60-240 o C 

(3 o C/min). A injeção foi sem divisão de fluxo (2 µL de óleo da solução hexânica) e as 

temperaturas do injetor e do detector foram 250 o C. O espectrômetro de massas foi operado 

por impacto de elétrons a 70 eV e a temperatura da fonte de íons e interface 180 o C. A 

identificação foi feita através da comparação dos espectros de massas e índices de retenção 

(IR) com os existentes na biblioteca NIST-05 do sistema e da literatura (ADAMS, 2001, 2007). 

Os IR foram obtidos utilizando a série homóloga dos n-alcanos C8–C26 (Fluka S.A.) nas mesmas 

condições cromatográficas. A quantificação foi obtida utilizando um cromatógrafo HP 5890-II, 

equipado com detector de ionização de chamas acoplado a um integrador HP 3396-II, nas 

mesmas condições cromatográficas, exceto o gás de arraste, que foi o hidrogênio. 


As amostras da raiz de C. zizanioides forneceram óleos por hidrodestilação, que variaram de 

0,19 a 1,04% quando extraídos durante 3 h: área fluvial (Amostras M1: 0,31%, M2: 0,44%, M3: 

0,62%), área litorânea (Amostras M4: 0,31%, M5: 1,04%, M6: 0,29%, M7: 0,36%). 

Na Tabela 1 encontram-se os dados referentes à extração do óleo essencial da raiz da Amostra 

M5 (coletada em São Miguel do Guamá), após secagem em sala climatizada durante 30, 60 e 120 

dias. Os resultados obtidos indicaram a ocorrência de grande variação do rendimento de acordo 

com o tempo de secagem da amostra e com o tempo de hidrodestilação. Os melhores resultados 

foram obtidos quando a amostra foi seca durante 120 dias e a hidrodestilação foi 8 h.


Tabela 1. Massa (M), umidade residual (U), tempo de extração (TE) e rendimento de óleo (RO) da raiz de 

Chrysopogon zizanioides coletada em São Miguel do Guamá (Amostra M5). 

Tempo de secagem M (g) U (%) TE(h) RO (%) RO alu 

(%) 

30 dias 27,0 11,0 6 0,93 1,04 

7 1,11 1,25 

8 1,48 1,66 

9 1,48 1,66 

60 dias 15,0 9,0 8 1,67 1,84 

120 dias 15,0 9,0 8 1,84 2,02 

RO alu 

= rendimento de óleo calculado com base na amostra livre de umidade. 

Na Tabela 2 encontram-se relacionados os rendimentos e os sesquiterpenos predominantes 

nos óleos das Amostras M1 (coletada no município do Acará) e M5, secas durante 30 dias e 

extraídas em intervalos de 3 h (Amostra M1) e 1 h (M5). 

Tabela 2. Rendimento de óleo e sesquiterpenos majoritários do óleo da raiz de Crysopogon zizanioides dos 

municípios de Acará (Amostra M1) e São Miguel do Guamá (Amostra M5), obtido em diferentes tempos de 

hidrodestilação. 

Sesquiterpenos (%) M1 M5 

3h 6h 9h 12h 6h 7h 8h 9h 

RO (%) 0,77 1,25 1,72 1,72 1,04 1,25 1,66 1,66 

kusinol 4,28 3,87 3,31 3,55 3,18 2,90 3,10 2,90 

kusimol 15,61 16,38 14,13 16,64 29,12 22,44 29,12 30,15 

biciclovetivenol 9,30 9,93 9,78 9,85 9,61 7,95 9,69 9,82 

(E)-isovalencenol 3,67 5,34 6,40 2,62 1.63 1,25 1,05 1,30 

β-vetivona 2,22 2,35 2,15 1,25 3,81 3,32 4,04 4,29 

α-vetivona 3,87 4,55 4,11 5,10 5,55 4,25 5,87 5,99 

Os dados apresentados na Tabela 2 indicam que os teores dos sesquiterpenos predominantes 

nos óleos de C. zizanioides não variaram consideravelmente em função do tempo de 

hidrodestilação, entretanto, o teor dos mesmos nas duas amostras foi muito diferente: o teor 

do kusimol (29,12-30,15%) foi maior na Amostra M5 (São Miguel do Guamá), enquanto o do 

(E)-isovalencenol (3,67-6,40%) foi maior na Amostra M1 (Acará). 

Na Tabela 3 encontram-se relacionados os constituintes predominantes nos óleos das raízes 

de C. zizanioides coletadas nos sete municípios do nordeste do Pará, secas durante 30 dias e 

submetidas a 3 h de hidrodestilação.


Tabela 3. Sesquiterpenos majoritários dos óleos das raízes de Chrysopogon zizanioides cultivadas em sete 

municípios do nordeste paraense (Amostras M1 a M7). 

Sesquiterpenos (%) M1 M2 M3 M4 M5 M6 M7 

kusinol 4,28 1,54 4,29 4,31 2,72 4,16 3,92 

kusimol 15,61 18,33 13,68 17,87 23,91 6,95 13,36 

biciclovetivenol 9,30 8,76 10,96 8,47 7,89 9,07 8,56 

(E)-isovalencenol 3,67 1,14 1,67 1,19 1,14 1,66 3,19 

β-vetivona 2,22 4,48 4,16 3,04 12,02 13,85 17,99 

α-vetivona 3,87 3,19 3,77 2,90 5,12 5,61 2,55 

M1 = Acará, M2 = Barcarena, M3 = Santarém Novo, M4 = Augusto Corrêa, M5 = São Miguel do Guamá, 

M6 = Maracanã, M7 = Tracuateua. 

Os teores dos sesquiterpenos majoritários variaram considerávelmente: kusinol (1,54-4,31%), 

kusimol (6,95-23,91%), biciclovetivenol (7,89-10,96%), (E)-isovalencenol (1,14-3,67%), 

β-vetivona (2,22-12,02%), α-vetivona (2,25-5,61%) (Figura 1). 

Os constituintes identificados nos óleos de C. zizanioides adquiridos no Complexo do Ver-o-Peso 

(Belém) e no município do Acará encontram-se relacionados na Tabela 4, em ordem crescente 

dos seus índices de retenção. No óleo do município do Acará, onde as raízes foram colhidas ao 

completar 12 meses de cultivo orgânico, os principais constituintes foram kusimol (22,18%), um 

sesquiterpeno com massa igual a 220 (17,68%), biciclovetivenol (9,19%) e α-vetivona (7,51%). 

Figura 1. Variação no teor dos principais sesquiterpenos dos óleos de Chrysopogon zizanoides do nordeste paraense.


Outros sesquiterpenos presentes em teor maior ou igual 3,00% foram α-cadinol, 2-epi-ziza- 

6(13)-en-3α-ol, kusinol, vetiselinenol e β-vetivona. O teor de kusimol encontrado no óleo do 

Acará (M1) e de São Miguel do Guamá (M5) foi similar ao detectado no óleo da Ilha do Combu 

(22,08-25,14%) por Costa et al. (2006), obtido por hidrodestilação, entretanto, o teor de 

biciclovetivenol foi inferior. No óleo do Combu, o teor de biciclovetivenol variou de 13,70 a 19,02%. 

O teor kusimol no óleo do Acará também foi similar ao de Sergipe, mas a diferença marcante foi 

o alto teor de (E)-isovalencenol (13,24%) quando comparado ao óleo do Acará (0,45%) (LIMA et 

al., 2012). Kusimol tem sido encontrado como o sesquiterpeno majoritário dos óleos de 

C. zizanioides: óleo procedente de Burundi (19,4%-29,5%) submetido a diferentes tratamentos 

agronômicos (DETHIER et al., 1997); de uma amostra cultivada em Sergipe (19,57%) (LIMA et al., 

2012); no óleo do Havaí (14,70%) (WEYERSTAHL et al., 2000a). De acordo com Mallavarapu et al. 

(2012), que detectaram kusimol nos óleos de quatro localidades do sul da Índia variando de 16,1 

a 19,2%, e consideram que os sesquiterpenos kusimeno, δ-selineno, β-vetiveneno, ciclocopacanfan- 

12-ol (epímeros A e B), vetiselinenol, kusimol, isovalencenol, α-vetivona e β-vetivona contribuem 

para o odor característico do óleo do patchuli. Kusimol, isovalencenol e vetiselinenol são 

responsáveis pelo precioso odor de base (amadeirado) do óleo de C. zizanioides, enquanto 

kusimona e α-vetivona possuem forte odor frutal (WEYERSTAHL et al., 2000a). 

Tabela 4. Constituintes (%) identificados nos óleos das raízes de Chrysopogon zizanioides adquirida no Ver-o- 

Peso e no município do Acará em 2002. 

Constituintes IR c 

VP AC Constituintes IR c 

VP AC 

prezizaeno 1441 0,15 

kusimeno 1446 0,64 0,55 

γ-muuroleno 1463 0,20 

β-vetispireno 1484 0,82 

α-amorfeno 1485 1,46 

valenceno 1493 0,30 

δ-amorfeno 1511 1,26 

δ-cadineno 1520 1,11 

α-calacoreno 1535 0,26 

β-vetiveneno 1548 2,61 0,45 

kusimona 1604 0,74 0,47 

junenol 1615 6,22 

γ-eudesmol 1628 1,13 

1-epi-cubenol 1631 0,96 

epi-α-muurolol 1642 1,04 

α-eudesmol 1650 2,09 

α-cadinol 1655 7,22 5,81 

epi-zizanona 1663 2,46 

M = 220 1675 2,35 17,68 

2-epi-ziza-6(13)-en-3α-ol 1689 3,14 

eudesm-7(11)-en-4-ol 1700 2,59 

kusinol 1709 3,94 

vetiselinenol 1732 2,88 3,99 

kusimol 1750 15,54 22,18 

biciclovetivenol 1790 9,30 

(E)-isovalencenol 1807 0,45 

β-vetivona 1812 2,45 5,32 

α-vetivona 1836 2,96 7,51 

ácido prekusênico 1877 1,14


A variação da composição química confere diferentes notas olfativas ao óleo de C. zizanioides 

cultivada no Pará, que ainda necessita de estudos específicos para essa área. O óleo da amostra 

oriunda de Santarém Novo (M3) apresentado neste trabalho foi submetido a teste olfativo por 

perfumista experiente, que o considerou de excelente qualidade. 

O perfil cromatográfico (Figura 2) dos óleos de C. zizanioides é mais ou menos constante, e é 

constituído por uma região contendo sesquiterpenos hidrocarbonetos (kusimeno, α-amorfeno, 

β-vetiveneno), uma intermediária contendo sesquiterpenos oxigenados (kusimona, α-cadinol, 

M = 220, vetiselinenol, kusimol) principalmente álcoois, e uma terceira também representada 

por sesquiterpenos oxigenados (biciclovetivenol, β-vetivona, α-vetivona e ácidos kusênico e/ 

ou prekusêncio). 

A composição química dos óleos de C. zizanioides estudados, principalmente os teores dos 

principais constituintes são comparáveis aos obtidos por outros autores para espécimes 

cultivados em diferentes países (DETHIER et al., 1997; COSTA et al., 2006; DANH et al., 2010, 

LIMA et al., 2012). A composição química variou quantitativamente em função dos locais de 

coleta, porém não houve variação significativa quanto ao tempo de extração, o que também foi 

relatado por Costa et al. (2006). 

Figura 2. Cromatograma parcial do óleo da raiz de Chrysopogon zizanioides do município do Acará, 2002.


CONCLUSÃO 

As amostras de Chrysopogon zizanioides cultivadas no Pará apresentaram alto rendimento de 

óleo, e composição química contendo alto teor de vários sesquiterpenos responsáveis pelo 

odor característico do mesmo, o que leva a considerar a espécie uma promissora fonte para a 

produção industrial do óleo de patchuli (conhecido por vetiver oil no mercado internacional) 

no Pará. 


Ao Programa Norte de Pesquisa e Pós-Graduação (PNOPG) pelo financiamento da pesquisa, 

ao MCTI pela concessão da bolsa PCI Proc.381990/04-4 (Raimunda A. Pereira) e ao técnico 

botânico Osvaldo Cardoso do Nascimento, do Museu Paraense Emílio Goeldi (MPEG), pelo 

apoio nas atividades de campo. 

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Carol Stream, IL: Allured Pub. Corp., 2007. 

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Espécies aromáticas comercializadas 

no Complexo do Ver-o-Peso 

Jorge Oliveira 

INTRODUÇÃO 

O complexo do Ver-o-Peso, segundo Fleury e Ferreira (2011), compreende, além de duas praças, 

a Praça do Pescador e a Praça do Relógio, um mercado a céu aberto, constituído por duas 

feiras, a Feira do Açaí e a Feira do Ver-o-Peso; uma doca de embarcações – Doca do Ver-o-Peso; 

e os dois mercados – Mercado de Ferro (Mercado de Peixe) e o Mercado de Carne (antigo 

Mercado Municipal). Na Feira do Ver-o-Peso é onde se pratica o comércio dos mais 

diversificados produtos, como peças de vestuário, artesanato, frutas, verduras, comidas regionais, 

plantas ornamentais, medicinais, aromáticas e místicas (BERG, 1984; ZOGHBI; OLIVEIRA, 2011). 

É um espaço de convergência dos mais variados produtos oriundos dos municípios paraense. 

Dentro deste contexto, está situada uma área com inúmeras barracas destinadas à 

comercialização das espécies vegetais, na sua maioria in natura, que compreendem ramos, 

folhas, flores, óleos, resinas, seivas, frutos e perfumaria artesanal, além de algumas espécies 

desidratadas (cascas sementes e raízes) ou sob a forma conhecida como garrafada (tônicas e 

afrodisíacas). 

A comercialização de espécies vegetais é uma atividade praticada na maioria das cidades 

brasileiras em mercados municipais, feiras-livres e ervanários, onde os vendedores são 

conhecidos como erveiros ou raizeiros, principalmente os vendedores de plantas medicinais 

(AZEVEDO; SILVA, 2006). Esse tipo de atividade, além de proporcionar uma contribuição 

econômica para muitas famílias, tanto para produtores como para vendedores, também mantém 

viva a herança cultural deixada pelos ancestrais formadores do povo brasileiro, como os 

europeus, e principalmente pelos índios e pelos negros africanos, posto que muitas espécies 

vegetais, hoje cultivadas aqui, foram trazidas por esses povos. 

As plantas aromáticas, pela sua composição química, são fontes de óleos essenciais e são 

utilizadas como medicinais, em perfumaria, alimentícias, biocidas, farmacêuticas e outros usos 

(ZOGHBI; OLIVEIRA, 2011). No estado do Pará, tanto em Belém como nas sedes dos municípios, 

é comum encontrar nas feiras livres ou mercados municipais a venda de plantas, principalmente 

para uso medicinal.


Este trabalho teve como objetivo realizar um levantamento das espécies aromáticas 

comercializadas no complexo do Ver-o-Peso, dos produtores e dos locais de produção, traçando 

um perfil desse tipo de comércio secular nesse mercado. 


As áreas objeto deste estudo foram o complexo do Ver-o-Peso, feiras livres, mercados municipais, 

bem como os locais de cultivo e distribuição das espécies comercializadas, que compreenderam 

os municípios de Acará, Ananindeua, Abaetetuba, Barcarena, Belém, Igarapé Miri e Marituba. 

Para este trabalho, as espécies vegetais foram adquiridas no setor de comercialização de plantas 

do complexo do Ver-o-Peso e nos locais de cultivo. Posteriormente, foram submetidas ao 

processo de herborização, que consistiu em prensagem, desidratação em estufa, identificação, 

montagem em cartolina padronizada, registradas e incorporadas ao acervo do herbário da 

Coordenação de Botânica do Museu Paraense Emílio Goeldi (Herbário MG). A identificação da 

maioria das espécies foi efetuada pelo Dr. Antonio Elielson S. Rocha, pesquisador da 

Coordenação de Botânica do Museu Paraense Emílio Goeldi, através de comparações com 

diagnoses e descrições originais, de comparação com espécimes herborizados e análise com 

auxílio de estereomicroscópio (ROCHA, 2008). 


Através do levantamento realizado no complexo do Ver-o-Peso, foi registrada a ocorrência de 

27 famílias, 70 gêneros e 86 espécies (Quadro 1). Zoghbi e Oliveira (2011) referem-se a mais 

de 100 espécies aromáticas comercializadas nesse mesmo local. Dentre as espécies levantadas, 

56 são cultivadas e 30 espontâneas, com predominância das ervas (54), seguida por árvores 

(20), arbustos (6) e cipós (6) (Figura 1). 

LOCAIS E MODOS DE PRODUÇÃO 

Os locais de produção das espécies comercializadas no Ver-o-Peso, identificados neste 

trabalho, foram os municípios de Belém (Distritos de Icoaraci e Mosqueiro, as Ilhas das Onças 

e Cotijuba), do Acará (Boa Vista, Genipaúba e Santa Rosa), de Abaetetuba, de Ananindeua 

(Curuçambá e Distrito Industrial), de Barcarena, de Igarapé Miri e de Marituba, num total de 

17 agricultores. A maioria dos agricultores que fornece essa matéria-prima para o complexo 

do Ver-o-Peso também abastece outras feiras livres de Belém, ervanários e indústria de


Figura 1. Forma de vida das espécies aromáticas comercializadas no Ver-o-Peso. 

perfumaria e cosméticos. Contudo, a maioria da produção é destinada ao abastecimento do 

complexo do Ver-o-Peso, algumas sob encomenda dos próprios feirantes, ou para 

atravessadores que fazem a distribuição para os feirantes. 

Em Icoaraci, os agricultores fornecem para um distribuidor local, que repassa as espécies 

vegetais para os vendedores de ervas de diversas partes de Belém, sendo que a quantidade de 

espécies cultivadas é insipiente, pois a maioria é proveniente do cultivo nos quintais, em vasos 

e paneiros. Para o fornecimento das plantas ao complexo do Ver-o-Peso, os atravessadores 

adquirem pequenas quantidades de vários produtores, inclusive de Ananindeua e Cotijuba. Os 

fornecedores de Icoaraci também vendem cascas de algumas espécies como jatobá (Hymenaea 

courbaril L. - Fabaceae), cedro (Cedrela odorata L. - Meliaceae), andiroba (Carapa guianensis 

Aublet. - Meliaceae) e raízes de arataciú (Sagotia racemosa Baill. - Euphorbiaceae) coletadas na 

vegetação adjacente. 

O município do Acará é um dos maiores produtores de espécies aromáticas, principalmente de 

ervas e arbustos oriundos das localidades de Boa Vista e Genipaúba, dentre as quais se destacam: 

abre-caminho (Justicia pectoralis var. stenophylla Leon - Acanthaceae), alfavaca (Ocimum 

campechianum Mill. - Lamiaceae), alecrim-d’angola (Vitex agnus-castus L. - Lamiaceae), alfavacão 

(Ocimum gratissimum L - Lamiaceae), pataqueira (Conobea scoparioides (Cham. & Schltdl.) 

Benth. - Plantaginaceae), pau-d’angola (Piper alatipetiolatum Yunck. - Piperaceae), chama 

(Mentha x piperita L. - Lamiaceae), catinga-de-mulata (Aeollanthus suaveolens Mart. ex Spreng. - 

Lamiaceae), mucura-caá (Petiveria alliacea L. - Phytolacaceae), erva-cidreira (Lippia alba (Mill.) 

N. E. Br. - Verbenaceae), oriza (Pogostemon heyneanus Benth. - Lamiaceae) e capim-santo 

(Cymbopogon citratus (DC.) Stapf. - Poaceae). Além dessas espécies, o município é um grande 

produtor de patchuli [Chrysopogon zizanioides. (L.) Roberty - Poaceae] e de priprioca (Cyperus 

articulatus L.). Segundo Rocha (2008), na Amazônia são conhecidas sob a denominação de 

priprioca algumas espécies do gênero Cyperus. No Acará, pelo menos três espécies com essa


denominação são comercializadas: priprioquinha (Cyperus rotundus L.), priprioca (Cyperus 

articulatus L. var. nodosus) e pripriocão (Cyperus prolixus Kunth). 

A priprioca, a priprioquinha e o pripriocão são espécies da família Cyperaceae, cujas raízes são 

constituídas por tubérculos endurecidos, arredondados ou elipsoides, perfumados, e que depois 

de secos tornam-se amadeirados. Dentre as três espécies, a priprioca é a mais comercializada, 

por apresentar odor mais agradável, sendo utilizada nos banhos aromáticos, sachês e perfumes 

regionais. É comercializada em maços ou acondicionada em paneiro. O fornecimento dessa 

espécie é efetuado tanto para o complexo do Ver-o-Peso como para a indústria local de 

perfumaria e cosméticos, e para fabricantes de perfumes artesanais. 

O patchuli é uma espécie da família Poaceae, cujas raízes, que se apresentam finas, resistentes, 

reunidas em tufos, de coloração amarelo-esbranquiçada, e com perfume muito agradável e 

persistente. Para a comercialização do patchuli, o produtor embala as raízes em pacotes 

contendo 100 maços cada. No complexo do Ver-o-Peso e demais locais de comercialização, o 

patchuli é vendido em pequenos maços. No Acará, também são confeccionados com a raiz 

do patchuli alguns objetos artesanais usados na decoração, como árvores de Natal, anjos, 

renas, bonecas e cabides, que são fornecidas para o complexo do Ver-o-Peso e lojas de 

artesanato. 

Em Ananindeua, os bairros de Curuçambá e Distrito Industrial são locais de grande produção 

de verduras e hortaliças que abastecem as feiras livres e supermercados da região Metropolitana 

de Belém. Juntamente com as verduras e hortaliças são cultivadas as plantas aromáticas, 

principalmente catinga-de-mulata, chama, oriza, abre-caminho, estoraque (Ocimum 

americanum L. - Lamiaceae), cravo-de-defunto (Tagetes erecta L. - Asteraceae), cravo-miúdo 

(Tagetes minuta L. - Asteraceae), japana (Ayapana tripinervis (M. Vahl) R. M. King & H. Rob - 

Asteraceae), sombra-do-mundo (Senna hirsuta (L.) H. S. Irwin & Barneby - Fabaceae) e canela 

(Cinnamomum verum J. Presl. – Lauraceae). 

Os municípios de Barcarena e Igarapé Miri também fornecem plantas aromáticas para Belém, 

contudo o maior destaque são as cascas e sementes de várias espécies cultivadas (nativas ou 

exóticas) ou espontâneas. Em Marituba, a maior fornecedora de espécies aromáticas é a Sra. 

Didi, cuja produção é comercializada direto para o complexo do Ver-o-Peso, destacando-se 

cibalena (Ocimum carnosum (Spreng.) Link & Otto ex Benth. - Lamiaceae), vassourinha (Scoparia 

dulcis L. - Plantaginaceae), cominho (Pectis elongata Kunth - Asteraceae), gengibre (Zingiber 

officinale Roscoe - Zingiberaceae), mangarataia (Curcuma longa L. - Zingiberaceae), 

carrapatinho-da-laranjeira (Peperomia rotundifolia (L.) Kunth - Piperaceae), anjo-de-guarda 

ou sacaquinha ou pega-não-me-larga (Croton sacaquinha Croizat – Euphorbiaceae), manjerona


(Lippia thymoides Mart. & Schauer - Verbernaceae), vindicá-pajé ou vindicá-menino (Renealmia 

monosperma Miq. - Zingiberaceae), vindicá-grande (Alpinia zerumbet (Pers.) B. L. Burtt & R. M. 

Sm. - Zingiberaceae), alfazema (Aloysia oblanceolata Moldenke - Verbenaceae), manjericãoroxo 

(Ocimum basilicum L. – Lamiaceae), artemísia (Ambrosia microcephala DC. - Asteraceae) 

e hortelã-de-panela (Mentha spicata L. - Lamiaceae). 

FORMA DE CULTIVO 

Segundo Silva et al. (2008a), no Brasil, a produção de plantas medicinais e aromáticas ainda se 

encontra, na sua maioria, em cultivos de “quintal” ou exploração predatória. No Pará, mais 

precisamente no município de Ananindeua, o cultivo das espécies aromáticas e medicinais, 

principalmente as ervas, está consorciado com o cultivo de hortaliças (Figura 2). Essa prática é 

consequência do pouco espaço disponível para a agricultura. 

Em Marituba, as ervas e subarbustos são cultivados em leiras ou dentro de cercados. Em Icoaraci, 

o cultivo é insipiente, pois além de cultivarem um número reduzido de espécies, as mesmas 

são cultivadas nos quintais, jardins ou em recipientes como vasos e paneiros. 

Figura 2. Horta consorciada com espécies aromáticas e hortaliças em Ananindeua-PA. Foto: M. G. B. Zoghbi.


No Acará, a priprioca é cultivada na “coivara”, que é um espaço na lateral da roça, onde é 

depositado o material resultante da limpeza do roçado, ou seja, os restos de vegetação que não 

foram totalmente consumidos pelo fogo, e que posteriormente volta a ser queimada. A matéria 

orgânica resultante desse processo (cinza) é considerada excelente adubo para o cultivo da 

priprioca. Quanto ao patchuli, o mesmo é cultivado em leiras ou “reboleiras” (amontoado de 

terra afofada) para facilitar a retirada da planta para a coleta das raízes. 

Em Cotijuba e Santo Antonio do Tauá, a priprioca é cultivada em leiras de 50 m x 1,20 m com adubação 

orgânica (cama de aviário), constituída por palha de arroz e fezes de galinha (SILVA et al., 2008b). 

ESPÉCIES MAIS CULTIVADAS 

A maioria das espécies aromáticas comercializadas no complexo do Ver-o-Peso é constituída por 

herbáceas cultivadas em pequenas hortas, consorciadas com hortaliças, em áreas bem menores 

que as destinadas às hortaliças, levando à produção de pequena quantidade de espécies por 

agricultor, fazendo com que o abastecimento seja efetuado por muitos agricultores. Essa pequena 

produção é em decorrência da inexpressiva comercialização dessas ervas durante o ano, com exceção 

de algumas datas como o Ano Novo, com a utilização das plantas aromáticas que entram na 

composição do banho-da-felicidade; a Quadra Junina, com o banho-de-são-joão ou banho-cheiroso, 

período em que os agricultores multiplicam as áreas de cultivo dessas espécies. Outro fator que 

colabora na redução das espécies aromáticas são as datas referentes ao Dia de Finados, com o 

cultivo de plantas fornecedoras de flores como sorriso-de-maria (Aster tradescantii L. - Asteraceae), 

zínia (Zinnia elegans Jacq. - Asteraceae), cravo-de-defunto (Tagetes erecta L.) e cravo miúdo (Tegetes. 

minor L. - Asteraceae); e o Círio de Nazaré, com o cultivo do jambú (Acmella oleracea (L.) R. K. 

Jansen – Asteraceae), um dos componentes da culinária regional que é o pato-no-tucupi. Prevendo 

essa demanda, próximo a essas datas os agricultores passam a cultivar essas espécies com maior 

intensidade, dobrando ou triplicando as áreas de cultivo, em detrimento das outras espécies. 

Berg e Silva (1986) identificaram 47 espécies, na sua maioria aromáticas, que entram na 

composição do “banho-de-são-joão”, dentre as quais, destacam-se: abre-caminho, alecrimd’angola, 

catinga-de-mulata, chama, cipó-uíra, estoraque, manjericão, japana, patichuli, paud’angola, 

pataqueira, priprioca e vindicá. 

DISTRIBUIÇÃO E COMERCIALIZAÇÃO 

As espécies comercializadas no complexo do Ver-o-Peso são transportadas pelos produtores 

ou por atravessadores ainda de madrugada, pelo menos uma vez por semana, através de carros 

e de embarcações. Estes se dirigem diretamente para a feira do Açaí, no Ver-o-Peso, ou Porto


da Palha, onde são entregues diretamente para os proprietários das barracas ou para um 

intermediário encarregado da revenda e distribuição. Essas plantas são transportadas embaladas 

em pacotes contendo vários maços, acondicionados em paneiros fabricados com as talas de 

guarumã (Ischnosiphon arouma (Aubl.) Köern. – Marantaceae). 

Nas áreas de comercialização as espécies ficam arrumadas umas sobre as outras ao longo dos 

balcões das barracas. No final do expediente são guardadas dentro de paneiros forrados com 

jornal, para facilitar a aeração e conservação por mais tempo. Dependendo da espécie, a 

conservação das mesmas varia de três dias até uma semana. Algumas espécies são adquiridas 

pelos feirantes plantadas em paneiros, e que são comercializadas como planta inteira ou por 

“palmas”, como são conhecidas as folhas de algumas espécies como a da arruda, da pluma e da 

malva-rosa. Na Figura 3 está demonstrada a comercialização de arruda cultivada em paneiros, 

em um estabelecimento comercial do Distrito de Icoaraci. 

Figura 3. Comercialização de arruda (Ruta graveolens) em paneiros. Foto: M. G. B. Zoghbi. 

CONCLUSÃO 

As plantas aromáticas comercializadas no complexo do Ver-o-Peso constituem um aspecto 

sociocultural bastante representativo na cidade de Belém. Sob o ponto de vista econômico, 

oferece importante contribuição, pois o dinamismo do comércio oportuniza a compra e venda 

da diversidade de produtos de origem vegetal, além do que a parcela da população mais carente 

encontra nas ervas a forma mais imediata e barata para os seus problemas da saúde.


O complexo do Ver-o-Peso pode representar um ponto de partida para estudos de etnobiologia, 

ampliando e aprofundando o conhecimento sobre o uso das plantas aromáticas, com vistas a 

buscar informações que possam subsidiar políticas de geração de produtos, no que se refere à 

farmacologia, indústria de perfumes, cosméticos, biocidas, etc., além de projetos que incentivem 

o cultivo racional, evitando a exploração predatória de algumas espécies, principalmente aquelas 

fornecedoras de matérias-primas provenientes de cascas e madeiras do caule. 


O autor agradece ao Dr. Antonio Elielson S. Rocha, pela colaboração na identificação das espécies 

vegetais, e à Dra. Maria das Graças B. Zoghbi, coordenadora do projeto “Aromáticas na Amazônia: 

Alternativa Econômica para Comunidades Rurais (PNOPG/CNP2002-2004), por parte dos 

resultados ora apresentados ser oriunda do referido projeto. 

REFERÊNCIAS 

AZEVEDO, S. K. S.; SILVA, I. M. Plantas medicinais e de uso religioso comercializadas em mercados e feiras livres 

no Rio de Janeiro. RJ, Brasil. Acta Bot. Bras., v. 20, n. 1, p. 173-184, 2006. 

BERG, M. E. van den. Ver-o-Peso: the ethnobotany of an Amazonian market. Adv. Econ. Bot., v. 1, p. 140-149, 1984. 

______.; SILVA, M. H. L. Ethnobotany of a traditional ablution in Pará, Brazil. Bol. Mus. Para. Emílio Goeldi, Sér. 

Bot., v. 2, n. 2, p. 213-218, 1986. 

FLEURY, J. N.; FERREIRA, A. A. Ver-o-Peso da cidade: o mercado, a carne e a cidade no final do século XIX. 

Revista Estudos Amazônicos, v. 6, n. 1, p. 100-116, 2011. 

ROCHA, A. E. S. As espécies de Cyperaceae Juss. conhecidas como Priprioca. In: POTIGUARA, R. C. V.; ZOGHBI, 

M. G. B. (Org.). Priprioca: um recurso aromático do Pará. Belém: MPEG/UEPA, 2008. p. 13-24. 

SILVA et al. Brotação de tubérculos de Priprioca (Cyperus articulatus L. var. nodosus) em diferentes substratos. In: 

POTIGUARA, R. C. V.; ZOGHBI, M. G. B. (Org.). Priprioca: um recurso aromático do Pará. Belém: MPEG/ UEPA, 

2008a. p. 151-160. 

SILVA et al. Sistema de produção da Priprioca (Cyperus articulatus L. var. nodosus) desenvolvido por pequenos 

produtores no estado do Pará. In: POTIGUARA, R. C. V.; ZOGHBI, M. G. B. (Orgs.). Priprioca: um recurso aromático 

do Pará. Belém: MPEG/ UEPA, 2008b. p. 131-150. 

ZOGHBI, M. G. B.; OLIVEIRA, J. As ervas de cheiro do Ver-o-Peso. In: GORAYEB, I. S. (Coord.). Amazônia sustentável. 

Belém: RM Graph, 2011. 188p. il.


Quadro 1. Nome vulgar (NV), família botânica(FB), nome científico (NC), local de cultivo (LC), forma de vida (FV) e parte utilizada (PU) das 

espécies aromáticas comercializadas no Ver-o-Peso. 

NV FB NC LC FV PU 

abre-caminho Acanthaceae Justicia pectoralis var. stenophylla Leon Acará, Icoaraci, Ananindeua Erva Ramos 

alecrim-d’angola Lamiaceae Vitex agnus-castus L Icoaraci, Marituba Arbusto Ramos 

alfavaca Lamiaceae Ocimum campechianum Mill. Ananindeua, Icoaraci, Erva Folhas 

Marituba 

alfavacão Lamiaceae Ocimum gratissimum L Acará, Icoaraci, Arbusto Folhas 

alfazema Verbenaceae Aloysia oblanceolata Moldenke. Marituba Erva Folhas 

amburana-cheirosa Fabaceae Amburana acreana (Ducke) A. C. Smith Árvore Folhas 

anador, boldo-do-reino Lamiaceae Plectranthus barbatus Andr. Ananindeua, Icoaraci Erva Folhas 

andiroba Meliaceae Carapa guianensis Aubl. Marituba, Igapé Miri Árvore Casca/óleo 

anjo-da-guarda, sacaquinha, Euphorbiaceae Croton sacaquinha Croizat Ananindeua, Icoaraci, Árvore Folhas 

pega-e-não-me-larga Marituba 

aroeira Anacardiaceae Schinus terebinthifolia Raddi Marituba Árvore Folhas 

arataciú Euphorbiaceae Sagotia racemosa Baill. Acará Árvore Raiz 

arruda Rutaceae Ruta graveolens L. Acará, Ananindeua Erva Folhas 

artemísia Asteraceae Ambrosia microcephala DC. Marituba Erva Folas 

bastão-do-imperador Plantaginaceae Etlingera elatior (Jack) R. M. Smith Erva Folhas 

beliscão, colônia Lamiaceae Bacopa monnierioides (Cham.) B. L. Rob. Acará Erva Ramos 

borboleta Zingiberaceae Hedychium coronarium J. Koenig. Acará, Icoaraci Erva Folhas 

breu-branco Burseraceae Protium heptaphyllum (Aubl.) March. Barcarena, Igarapé Miri Árvore Resina 

caapeba Piperaceae Piper peltatum L. Acará, Icoaraci Erva Folhas 

canela Lauraceae Cinnamomum verum J. Presl. Ananindeua, Icoaraci Árvore Folhas/casca 

capim-marinho Poaceae Cymbopogon citratus (DC.) Stapf. Acará, Ananindeua, Erva Folhas 

Icoaraci, Igarapé Miri 

capitiú Siparunaceae Siparuna guianensis Aubl Acará, Icoaraci Arbusto Folhas 

carrapatinho-da-laranjeira Piperaceae Peperomia rotundifolia (L.) Kunth Marituba Erva Folhas 

casca-preciosa Lauraceae Aniba canelilla (Kunth) Mez Barcarena Arvore Casca 

catinga-de- mulata Lamiaceae Aeollanthus suaveolens Mart. ex Spreng. Acará, Ananindeua, Icoaraci, Erva Ramos 

Igarapé Miri, Marituba 

cedro Meliaceae Cedrela odorata L. Icoaraci, Barcarena Árvore Casca


Quadro 1. (cont.) Nome vulgar (NV), família botânica(FB), nome científico (NC), local de cultivo (LC), forma de vida (FV) e parte utilizada (PU) das 



chama Lamiaceae Mentha x piperita L. Acará, Ananindeua, Icoaraci Erva Ramos 

cibalena Lamiaceae Ocimum carnosum (Spreng.) Marituba Erva Ramos 

Link & Otto ex Benth. 

cipó-catinga Asteraceae Mikania sp. Igarapé Miri Cipó Folhas/caule 

cipó-curimbó Bignoniaceae Bignonia nocturna (Barb. Rodr.) Igarapé Miri Cipó Caule 

L. G. Lohmann 

cipó-d’alho Bignoniaceae Mansoa standleyi (Steyerm.) A. H. Gentry Icoaraci Cipó Folhas/caule 

cipó-iuíra Annonaceae Guatteria scandens Ducke Barcarena, Cipó Caule 

cominho Asteraceae Pectis elongata Kunth Marituba Erva Ramos/frutos 

copaíba Fabaceae Copaifera spp. Árvore Óleo 

cordão-de-frade Lamiaceae Leonotis nepetifolia (L.) R. Br. Igarapé Miri Erva Ramos 

cravo-de-defunto Asteraceae Tagetes erecta L. Ananindeua, Icoaraci Erva Folhas/flor 

cravo-miúdo Asteraceae Tagetes minuta L. Ananindeua Erva Folhas/flor 

cumaru Fabaceae Dipteryx odorata (Aubl.) Willd. Barcarena Arvore Casca 

desatrapalha Lauraceae Cassytha filiformis L. Icoaraci Cipó Caule 

desempata Asteraceae Sphagneticola trilobata (L.) Pruski Acará Erva Ramos 

elixir-paregórico Piperaceae Piper callosum Ruiz & Pav. Acará, Ananindeua Árvore Folhas 

erva-cidreira Verbenaceae Lippia alba (Mill.) N. E. Br. Acará, Ananindeua, Icoaraci Árvore Ramos 

erva-de-jabuti Piperaceae Peperomia pellucida (L.) Kunth Acará, Icoaraci Erva Ramos 

erva-doce Apiaceae Pimpinella anisum L. Marituba Erva Ramos 

estoraque Lamiaceae Ocimum americanum L. Acará, Ananindeua, Erva Ramos 

Igarapé Miri 

eucalipto Myrtaceae Eucalyptus globulus Labil. Icoaraci Árvore Folhas 

eucalipto Myrtaceae Eucalyptus grandis Hill ex Maiden Icoaraci Árvore Folhas 

fedegoso Boraginaceae Heliotropium indicum Linn. Icoaraci, Acará Erva Folhas 

gengibre Zingiberaceae Zingiber officinale Rosc. Acará, Ananindeua Erva Bulbo 

hortelãzinho, Lamiaceae Mentha spicata L. Igarapé Miri Erva Ramos 

hortelã-de-panela 

hortelã-do-maranhão Lamiaceae Plectranthus amboinicus (Lour.) Spreng. Acará, Ananindeua Erva Folhas





hortelã-pimenta Lamiaceae Mentha pulegium L. Acará, Ananindeua Erva Ramos 

japana Asteraceae Ayapana triplinervis (M. Vahl) Acará, Ananindeua Erva Ramos 

R. M. King & H. Rob. 

jasmim-de-santo-antônio Oleaceae Jasminum officinale L. Icoaraci Cipó Flor 

jatobá Fabaceae Hymenaea courbaril L. Igarapé Miri, Barcarena Árvore Casca-/resina 

lençol-de-santa-bárbara Piperaceae Piper marginatum Jacq. Marituba Arbusto Folhas 

losna, absinto Asteraceae Artemisia vulgaris L. Marituba Erva Folhas 

macacaporanga Lauraceae Aniba parviflora (Meisn.) Mez Barcarena Árvore Casca 

macela Lamiaceae Pluchea sagittalis (Lam.) Cabrera Igarapé Mirim Erva Ramo/flor 

malva-rosa Geraniaceae Pelargonium graveolens L’ Hér. Marituba Erva Folhas 

mangarataia Zingiberaceae Curcuma longa L. Marituba Erva Bulbos 

manjericão-roxo Lamiaceae Ocimum basilicum L. Acará, Ananindeua, Erva Ramos 

Igarapé Miri 

manjericão-folha-miúda Lamiaceae Ocimum minimum L. Acará, Ananindeua Erva Ramos 

manjerona, Lamiaceae Lippia thymoides Mart. & Schauer Acará, Marituba Arbusto Folhas 

manjerona-d’angola 

mastruz Amaranthaceae Dysphania ambrosioides (L.) Ananindeua, Igarapé Miri Erva Folhas 

Mosyakin & Clemants 

mucura-caá, quine Phytolacaceae Petiveria alliacea L. Ananindeua, Icoaraci Erva Folhas 

oriza Lamiaceae Pogostemon heyneanus Benth. Ananindeua, Icoaraci Erva Folhas 

pataqueira Plantaginaceae Conobea scoparioides Acará, Icoaraci Erva Ramos 

(Cham. & Schltdl.) Benth. 

patchuli Poaceae Chrysopogon zizanioides (L.) Roberty Acará Erva Raiz 

pau-d’angola Piperaceae Piper alatipetiolatum Yunck. Ananindeua, Icoaraci Erva Folhas 

pau- rosa Lauraceae Aniba rosaeodora Ducke Santarém Árvore Casca 

pimenta-longa Piperaceae Piper aduncum L. Acará, Ananindeua Arbusto Folhas 

pluma Lamiaceae Tanacetum vulgare L. Abaetetuba, Marituba Erva Folhas 

priprioca Cyperaceae Cyperus articulatus L. Acará, Icoaraci Erva Rizomas 

pripriocão Cyperaceae Cyperus prolixus Kunth Acará Erva Rizomas





pripioquinha Cyperaceae Cyperus rotundus L. Acará Erva Rizomas 

sacaca Euphorbiaceae Croton cajucara Benth. Marituba Árvore Folhas 

salva-do-marajó Lamiaceae Hyptis crenata Pohl ex Benth. Igarapé Miri Erva Folhas 

são joão-caá, Asteraceae Uxuria camphorata L.f. Acará Erva Ramos 

erva de-são-joão 

sombra-do-mundo Fabaceae Senna hirsuta (L.) H. S. Irwin & Barneby Ananindeua, Icoaraci Árvore Folhas 

trevo-cumarú Acanthaceae Justicia pectoralis Jacq. Ananindeua, Acará, Icoaraci Erva Ramos 

vassoura-de-botão Rubiaceae Spermacoce verticillata L. Icoaraci Erva Ramos 

vassourinha Plantaginaceae Scoparia dulcis L. Acará, Erva Ramos 

vick Lamiaceae Mentha arvensis L. Marituba Erva Folhas 

vindicá Zingiberaceae Alpinia zerumbet (Pers.) Acará, Ananindeua, Marituba Erva Folhas 

B. L. Burtt. & R. M. Sm. 

vindicá-levante Zingiberaceae Alpinia purpurata (Vieill.) K. Schum. Ananindeua, Erva Folhas 

vindicá-pajé, vindicá-menino Zingiberaceae Renealmia monosperma Miq. Acará, Ananindeua, Erva Folhas 

Icoaraci, Marituba

Vetiver [Chrysopogon zizanioides (L.) Roberty] 

no estado do Pará 


Carmen Célia Costa da Conceição 

Kátia Maria Sena dos Santos 

José Maria Demétrio Gaia 

INTRODUÇÃO 

O vetiver é conhecido no estado do Pará pela denominação popular depatchuli, sendo cultivado 

principalmente para a produção de raízes muito aromáticas, utilizado como matéria-prima 

para a confecção de artesanato local, como leques, bolsas, bonecas, sachês, enfeites natalinos, 

entre outros, e obtenção de óleo essencial usado na composição de perfumes caseiros (BERG 

et al., 1986). 

O óleo de vetiver é muito valorizado no mercado nacional e internacional por suas propriedades 

aromáticas, sendo utilizado na aromaterapia, perfumaria e cosméticos, por ser excelente fixador 

de outras fragrâncias, atingindo cotações em torno de 40 a 60 dólares o quilo no mercado 

internacional, dependendo da qualidade do mesmo (ROBBINS, 1982). 

O óleo de vetiver é produzido principalmente no Haiti, Indonésia (Java) e nas Ilhas Reunião, 

com quantidades menores provenientes da China, Brasil, e esporadicamente de outros países. 

Tradicionalmente, o melhor óleo de vetiver produzido no mundo é o das Ilhas Reunião, devido 

ao seu odor e à concentração de vetiverol estar frequentemente acima de 60%, conferindo-lhe 

a denominação “Bourbon”. A maior produção, no entanto, é realizada no Haiti e Indonésia, 

sendo a qualidade do óleo haitiano muito superior ao indonésio, porém bem inferior ao óleo 

Bourbon das Ilhas Reunião. O teor de vetiverol do óleo de vetiver produzido no Haiti está em 

torno de 53-54% e o da Indonésia abaixo de 47-48% (ROBBINS, 1982). 

O preço do óleo no mercado internacional (ROBBINS, 1982) tem variado pouco, porém existe 

uma clara diferença entre os preços pagos, dependendo da origem (qualidade do produto). O 

óleo Bourbon das Ilhas Reunião tem sido o mais caro em relação ao óleo haitiano e indonésio. 

Enquanto o óleo Bourbon variou no período de 1975 a 1981 de cerca de US$ 70,00 a US$ 140,00 

f.o.b. por quilograma, o óleo haitiano variou de US$ 50 a US$ 70,00 e o indonésio de US$ 20,00 

a US$ 40,00. De acordo com Arízio (2002), o valor das importações europeias no período de 

1989 a 1998 teve uma taxa de crescimento menor que 1,1%, o que reflete a estabilidade de


preços e produção ao longo dos anos. As flutuações existentes são típicas dos movimentos cíclicos 

de preços e produção que se aplicam a muitos produtos naturais. 

Em relação aos preços do acetato de vetiver, algumas vezes cotados na imprensa comercial, 

são geralmente cerca de US$ 25,00 por quilograma, mais caro que o preço do óleo do qual se 

originou (ROBBINS, 1982). Conforme este autor, o custo de produção do acetato de vetiver é 

cerca de US$ 20,00 a US$ 25,00 por quilograma. 

A cultura do vetiver desponta para um mercado pouco explorado no estado do Pará, sendo 

ideal para pequenos produtores interessados neste tipo de produção, em função de sua 

rusticidade, boa adaptação e produção com baixo nível de insumos. 

Este trabalho teve como objetivo descrever e analisar a produção do vetiver no estado do Pará, 

com destaque para o cultivo e o mercado atual e potencial, indicando as limitações, seus 

componentes e as necessidades de conhecimento e pesquisa, que poderão reduzir as limitações 

existentes. 


A pesquisa teve como base a aplicação de questionários aos produtores de matéria-prima, 

vendedores de ervas, vendedores de artesanato e indústria de perfumaria local, no período de 

07/02/2002 a 05/11/2002. Foram aplicados questionários aos produtores no estabelecimento 

agrícola (localidades de São Benedito e Bom Jesus – rio Genipaúba, município de Acará), aos 

vendedores de ervas e artesanato nas feiras livres de Belém. Em cada segmento foi aplicado um 

questionário diferente, que versava sobre o indivíduo, propriedade ou empresa, atividades de 

produção, mercado e comercialização, todas desenvolvidas com vetiver e seus produtos. 

O sistema de produção foi avaliado por meio de amostragem, tomando-se uma área de 25 m 2 

(5m x 5m), onde foram obtidos o tempo de colheita e beneficiamento das raízes, o peso úmido 

e peso seco de raízes após 2 h de secagem ao sol. 


Configuração da cadeia produtiva 

A Figura 1 apresenta esquematicamente a definição e a delimitação da cadeia produtiva do 

vetiver no estado do Pará, incluindo-se os principais segmentos, os agentes envolvidos e


suas relações. Para a produção do vetiver no estado do Pará, não é utilizado fertilizante químico 

ou orgânico, porém, em raras exceções, são utilizados defensivos agrícolas. No 

estabelecimento do cultivo, as primeiras mudas são compradas, nos cultivos posteriores são 

obtidas no próprio sistema, após a colheita das raízes. 

A importação de óleo essencial, a exportação de produtos artesanais e raízes, bem como a 

venda de raízes no mercado varejista local, são significativas para a cadeia. A extração do óleo 

essencial ocorre geralmente fora do estado do Pará; em caso contrário, trata-se de extração 

artesanal. As iniciativas neste sentido ainda são incipientes. A importação de óleo essencial 

dessa espécie aromática é realizada principalmente por atacadistas, varejistas e indústria de 

perfumaria. A exportação de artesanatos e raízes é feita por atacadistas, varejistas e pelos próprios 

produtores. 

A comercialização das raízes está condicionada, principalmente, ao mercado consumidor local. 

A partir deste segmento da cadeia produtiva, a maior parte do consumo não se refere 

especificamente ao produto óleo essencial e raízes, mas sim aos subprodutos artesanais, tendo 

INSUMOS 

MUDAS 

EQUIPAMENTOS 

MATÉRIA 

PRIMA 

PRODUÇÃO 

AGRÍCOLA 

(RAIZ) 

EXPORTAÇÃO 

PRODUÇÃO 

DE PRODUTOS 

ARTESANAIS 

INTERMEDIÁRIO 

E 

ATACADISTA 

EXTRAÇÃO 

ARTESANAL 

DO ÓLEO 

ESSENCIAL 

IMPORTAÇÃO 

DO ÓLEO 

ESSENCIAL 

VAREJO 

INDUSTRIAIS 

CONSUMIDOR 

FINAL 

INÚSTRIA 

DE PERFUMES 

Figura 1. Delimitação da cadeia produtiva do vetiver no município de Acará, estado do Pará, 2002.


como clientela o turista. Pequenas varas de madeira extraídas da capoeira entram como elemento 

secundário na confecção do artesanato. 

Convém destacar que as atividades que poderiam apoiar a cadeia produtiva de vetiver, tais 

como sistema financeiro, sistema de pesquisa e desenvolvimento, serviços de extensão rural e 

de vigilância sanitária, e outros, têm pouca importância na cadeia, não determinando a dinâmica 

de funcionamento da cadeia ou estabelecendo padrões de qualidade, tampouco influenciando 

decisivamente na competitividade. 

SISTEMA DE PRODUÇÃO 

Os cultivos são geralmente realizados por pequenos produtores no município de Acará, 

principalmente nas localidades de São Benedito e Bom Jesus, no rio Genipaúba, e em outros 

municípios como Barcarena, Cametá e Ananindeua. 

No município de Acará, alguns produtores vivem exclusivamente do monocultivo dessa cultura. 

Outros produtores realizam o cultivo consorciado com plantas aromáticas e ou medicinais ou, 

ainda, com espécies frutíferas, utilizando mão de obra familiar. Em algumas exceções, contratam 

mão de obra externa para ajudar na colheita, pagando a diária numa jornada de trabalho que é 

de 5h30 às 9h00. 

Para o preparo da área é feita a broca, derruba, queima, coivara e destocamento manual 

(dependendo da necessidade da área). Depois da área limpa, em alguns casos, faz-se o 

afofamento ou leiras, para o posterior plantio. As mudas são adquiridas no local, originárias de 

colheitas anteriores. Normalmente são plantadas num sistema de amontoa, sem o uso de leiras, 

pois os produtores acreditam que desta maneira há maior produção de raízes e as plantas 

amadurecem em um menor período de tempo (7 a 8 meses), enquanto que no sistema em 

leiras levaria em torno de 10 a 12 meses para a colheita (Figura 2). 

Depois do plantio e capina, a área é ateada por fogo para acelerar a rebrota das touceiras. Na 

Tabela 1 são apresentadas estimativas de produção e alguns coeficientes técnicos obtidos 

nas áreas de produção, consoante informações colhidas nas localidades de São Benedito e 

Bom Jesus. Considerando a densidade de plantio recomendada para a cultura, de 

aproximadamente 37.000 plantas/ha (SANTOS, 2002), e a densidade verificada no sistema 

de produção de 18.400 plantas/ha, existe a possibilidade de dobrar a produção de 4,5 t/ha 

obtida nesta pesquisa. Santos (2002), citando trabalhos realizados no IAC, indicou um 

aumento de 30% na produção de raízes pelo uso da densidade de plantio recomendada.


Figura 2. Mudas de vetiver plantadas após a colheita das raízes, município de Acará-PA. Foto: C. C. C. Conceição. 

Tabela 1. Estimativas de produção e coeficientes técnicos obtidos com produtores de São Benedito e Bom 

Jesus, município de Acará-PA. 

Padrões analisados 25m 2 10.000 m 2 

Número de touceiras 46 18.400 

Número de pessoas na colheita 04 04 

Tempo de colheita 2:10 horas 840 horas 

Tempo para beneficiamento (lavagem) 40 minutos 266,6 horas 

Peso úmido 38 kg 15.200 kg 

Peso seco 11,4 kg 4.560 kg 

Redução 70% 70% 

No Pará, a colheita das raízes é realizada quando as plantas atingirem a idade de 7 a 8 meses 

após o plantio. Por não existir plantio em larga escala e os produtores não possuírem 

equipamentos motorizados, o processo de colheita das raízes é feito manualmente, com auxílio


de terçado, estaca e tora, ambos de madeira resistente. O terçado é empregado para cortar a 

parte aérea das plantas que vão ser colhidas. Após o corte, coloca-se a tora de madeira próximo 

à raiz, para dar sustentação a uma alavanca (estaca pontiaguda) vincada no solo, junto à raiz, 

com o objetivo de desatrelá-la do solo. Quando a touceira já não está mais aderida ao solo, é 

retirada e sacolejada para retirar o excesso de terra que vem aderente à raiz; em seguida, as 

raízes são separadas da parte aérea, e posteriormente transportadas até um igarapé mais 

próximo para serem lavadas e expostas ao sol para retirar o excesso de umidade. Ao final, são 

destinadas à fabricação do artesanato e ao uso em perfumes (Figura 3). 

Além de ferramentas e mudas, nenhum outro insumo entra no sistema de produção. As mudas 

raramente são compradas, sendo obtidas diretamente do cultivo após a colheita. Geralmente 

utilizam as áreas de cultivos anteriores para novos plantios, sem que, para isso, haja pousio ou 

aplicação de fertilizantes. O plantio das touceiras com a parte aérea rebaixada é realizado sem 

fazer demarcação da área, num espaçamento variando em torno de 50 cm entre as plantas. 

Dependendo da área a ser plantada e da disponibilidade de mudas, são utilizadas touceiras 

inteiras ou subdivididas. 

Figura 3. Secagem das raízes de vetiver a pleno sol no município de Acará-PA. Foto: C. C. C. Conceição.


CONSUMO 

Quanto ao mercado internacional de óleo de vetiver, verificou-se que a nível mundial, até a 

década de 1980 existia um equilíbrio entre consumo e produção de matéria-prima (ROBBINS, 

1982), situação que provavelmente não se modificou, considerando-se as informações do 

Mercado Comum Europeu (ARIZIO, 2002). Entretanto, a crescente demanda mundial por 

produtos naturais (SUDAM, 2000) deve incentivar o uso de óleo vetiver nas indústrias de 

perfumes e cosméticos, e aromaterapia, principalmente no Brasil, cujo o potencial de expansão 

de mercado é considerado bom (BRASIL, 2000), com reflexos positivos nas indústrias de 

perfumes e cosméticos, e na produção de matéria-prima no estado do Pará. Até então, o uso 

local tem sido para a produção de artesanato, sachês, rituais e indústria de perfumes e cométicos. 

DISTRIBUIÇÃO 

A distribuição no estado do Pará é feita pelos próprios produtores rurais, atacadistas e varejistas. 

Os principais consumidores são clientes industriais, lojas de artesanato, turistas e a população 

local. Entre os clientes destacam-se as indústrias de perfumes e cosméticos em nível local, 

representadas pela Fluídos da Amazônia (Chamma) e a Perfumaria Orion. A perfumaria Orion 

compra o óleo essencial do Rio Grande do Norte e fabrica perfumes e colônias. Ambas as 

empresas ilustram que o diferencial competitivo de produzir na Amazônia é o de utilizar produtos 

naturais, e recorrer a um marketing que reflita o artesanato local (BRASIL, 2000). 

As lojas de artesanato são importantes pontos de distribuição, cujos clientes são a própria 

população local e turistas. Não foi possível identificar lojas de artesanato fora do estado que 

comercializem artigos à base de vetiver produzidos no Pará. Os principais vendedores de artesanato 

na feira do Ver-o-Peso são originários dos municipios de Acará e Barcarena, sendo que um 

vendedor do Acará é produtor de vetiver e artesão. Os demais adquirem a raiz de vetiver para 

fazer o artesanato ou compram o óleo essencial para produzir perfumes e colônias de forma 

artesanal. Os produtos artesanais de vetiver comercializados na feira do Ver-o-Peso são: perfume, 

colônia, boneca, rena, elefante, ventarola, leque, árvore de natal, anjo, estrela, urso, coelho, cavalo, 

bola e outros (Figura 4). Os preços dos produtos variam, sendo o maço de raízes com pacotes de 

100 unidades o de menor preço, e a rena de maior tamanho a de maior preço. Todos os vendedores 

de artesanato vendem outros produtos além dos derivados do vetiver. 

O mercado varejista praticado na feira do Ver-o-Peso comercializa raízes em pequenos 

maços, tendo como clientes a população local e os turistas. Entre os comerciantes 

entrevistados na feira do Ver-o-Peso, 69% comercializavam outras ervas aromáticas e 

perfumes caseiros, além do vetiver.


Figura 4. Alguns artesanatos preparados com as raízes secas do vetiver no município de Acará, estado do 

Pará. Foto: C. C. C. Conceição. 

PROCESSAMENTO E TRANSFORMAÇÃO 

O processo de transformação da matéria-prima de vetiver no estado do Pará,é feito pela utilização 

de tecnologias empíricas, de forma artesanal, sobressaindo-se a produção de artesanato. As 

indústrias extratoras do óleo essencial não trabalham com vetiver, sendo o óleo adquirido através 

de importações feitas das indústrias sediadas em outros estados, como o Rio Grande do Norte. 

Para as atividades da cadeia, há oferta de matéria-prima o ano todo. 

CONCLUSÕES 

O estado do Pará posssui boas condições climáticas, solo e tradição para o desenvolvimento da 

cultura do vetiver, em nada devendo às melhores áreas de produção do mundo. O processo de 

cultivo é completamente manual, exigindo emprego elevado de mão de obra, o que reduz a 

capacidade de aumento de produção e produtividade e, consequentemente, maiores 

rendimentos. O processo de cultivo é livre de agrotóxicos e fertilizantes químicos, e grande 

parte da produção ainda é comercializada na forma de raiz. Apesar da simplicidade do sistema 

de produção, há um bom retorno financeiro aos produtores, principalmente àqueles envolvidos 

também no processo de produção de artesanato e comercialização dos produtos.


REFERÊNCIAS 

ARIZIO, O. Análisis de las importaciones de aceites esenciales del mercado europeo en los finales del siglo XX. 

Acta Horticulture, v. 569, p. 141-147, feb. 2002. 

BERG, M. E. Van den; SILVA, M. H. L.; SILVA, M. G. S. Plantas aromáticas da Amazônia. In: SIMPÓSIO DO TRÓPICO 

ÚMIDO, I. 1986, Belém. Anais… Belém: EMBRAPA-CPATU, 1986. 6 v. (EMBRAPA-CPATU. Documentos, 36). 

BRASIL. Ministério da Saúde. Agência Nacinal de Vigilância Sanitária. RDC n. 79, de 28 de agosto de 2000. 

Normas e Procedimentos para Registro de Produtos de Higiene Pessoal, Cosméticos e Perfumes. Disponível 

em: . Acesso em: 7 set. 2012. 

SUPERINTENDÊNCIA DO DESENVOLVIMENTO DA AMAZÔNIA. Estudo de mercado de matéria-prima: corantes 

naturais (cosméticos, indústria de alimentos), conservantes e aromatizantes, bioinseticidas e óleos vegetais e 

essenciais (cosméticos e oleoquímica). Belém: SUDAM-GENAMAZ/PNUD, 2000. 207p. (Relatório final do projeto 

executivo da rede Genamaz). 

ROBBINS, S. R. J. Selected markets for the essential oils of patchouli and vetiver. London: Tropical Products 

Institute, 1982. 56p. (Series G, G167). 

SANTOS, K. M. S. Cadeia produtiva do patichuli (Vetiveria zizanioides Stapf.) no estado do Pará. 2002. 29f. 

Monografia (Especialização) – Faculdade de Ciências Agrárias do Pará, Belém, 2002.

Publicação impressa pela gráfica GTR. Miolo na fonte 

Segoe UI, impresso em papel couchê fosco 115g/m 2 e 

capa dura revestida em papel couchê fosco 150g/m 2 .

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