pdf - Laboratório de Ecologia do Ictioplâncton - Furg

Um cruzeiro científico caracteriza-se por ser multi e interdisciplinar, abrangendo
levantamento de dados nos quatro ramos da Oceanografia: a Biológica, a Física, a
Química e a Geológica em que são utilizados equipamentos desde aqueles
considerados mais simples como um termômetro aos mais sofisticados como CTDs e
eco-sondas para prospecção pesqueira e geológica.
Este manual foi elaborado para dar a educadores, pesquisadores, técnicos e alunos
das áreas ligadas aos estudos oceanográficos uma visão dos equipamentos, sua
função, seu funcionamento e os cuidados em sua manutenção antes, durante e depois
de embarques à bordo de uma embarcação de pesquisa.
Danilo Calazans (Coordenador)

i
SUMÁRIO
I. O ensino de Graduação em Oceanografia no Brasil.......................................... 1
II. Embarques Científicos em Oceanografia
1. Introdução.............................................................................................................. 4
2. Planejando um cruzeiro oceanográfico.................................................................. 5
2.1. Considerações básicas....................................................................................... 5
2.2. Escolhendo a rede de estações a cobertura espacial......................................... 7
2.3. Escolhendo os instrumentos............................................................................... 9
2.4. As operações de convés e sua logística............................................................. 9
2.5. O registro das informações................................................................................. 11
2.6. Acondicionamento e estocagem........................................................................ 11
2.7. Resultados preliminares e relatórios.................................................................. 11
3. Considerações finais.............................................................................................. 12
III. Oceanografia Química
1. Introdução.............................................................................................................. 13
2. Cuidados na preparação para coletas em oceanográfia química........................... 14
2.1. Anteriomente a saída.......................................................................................... 14
2.2. Descontaminação dos frascos............................................................................ 14
3. Cuidados na coleta................................................................................................ 15
3.1. Preservação das amostras.................................................................................. 15
4. Temperatura........................................................................................................... 16
4.1. Método de coleta................................................................................................ 17
4.1.1. Termômetro comum........................................................................................ 17
4.1.2. Equipamentos digitais...................................................................................... 17
4.1.3. CTD.................................................................................................................. 17
5. Salinidade............................................................................................................... 17
5.1. Métodos de coleta.............................................................................................. 18
5.1.1. Refratômetro...................................................................................................... 18
5.1.2. Equipamentos digitais...................................................................................... 19
5.1.3. Cuidados na obtenção dos resultados............................................................. 20
6. pH........................................................................................................................... 20
6.1. Determinação do pH........................................................................................... 20
6.2. Material necessário............................................................................................. 21
6.3. Calibração do aparelho medidor de pH............................................................... 21
6.4. Coleta e medida do pH........................................................................................ 22
6.5. Interferências na análise..................................................................................... 22
7. Turbidez................................................................................................................. 23
7.1. Determinação da turbidez................................................................................... 23
7.2. Interferentes........................................................................................................ 24
7.3. Material necessário............................................................................................. 24

ii
7.4. Análise................................................................................................................ 24
7.4.1. Turbidez menor que 40 unidades..................................................................... 24
7.4.2. Turbidez maior que 40 unidades...................................................................... 25
7.5. Procedimentos.................................................................................................... 25
8. Transparência da água.......................................................................................... 25
8.1. Disco de Secchi................................................................................................... 26
8.1.1. Coeficiente de atenuação vertical.................................................................... 26
8.1.2. Vantagens........................................................................................................ 27
8.1.3. Medição da transparência da água.................................................................. 27
8.1.4. Cuidado............................................................................................................ 27
9. Oxigênio dissolvido................................................................................................ 28
9.1. Determinação do oxigênio dissolvido................................................................. 28
9.1.1. Método químico............................................................................................... 28
9.1.2. Equipamentos digitais...................................................................................... 30
9.1.3. Cuidados na obtenção dos resultados............................................................. 31
10. DBO....................................................................................................................... 31
10.1. Procedimento...................................................................................................... 32
10.1.1. Cálculo para amostra sem diluição................................................................. 33
10.1.2. Procedimento com amostras que necessitam de diluição.............................. 33
10.1.3. Cálculo para amostra com diluição................................................................ 34
11. Material particulado em suspensão...................................................................... 35
11.1. Equipamentos e materiais necessários............................................................. 35
11.2. Limpeza e pesagem dos filtros.......................................................................... 36
11.3. Teste em branco............................................................................................... 36
11.4. Filtragem das amostras..................................................................................... 36
11.5. Lavagem do filtro............................................................................................... 37
11.6. Teste para determinar presença de cloretos..................................................... 37
11.6.1 Teste positivo.................................................................................................. 37
11.6.2 Teste negativo................................................................................................. 38
11.7. Remoção do filtro.............................................................................................. 38
12. Nutrientes inorgânicos: nitrato, nitrito, nitrogênio amoniacal, fosfato e silicato..... 38
13. Referências bibliográficas.................................................................................... 39
IV. Hidroacústica
1. Introdução à teoria acústica básica........................................................................ 41
2. Ecossonda científica Simrad Ek500....................................................................... 47
2.1. Estrutura de menus............................................................................................ 48
2.1.1. Operation menu……………………………………………………………………… 48
2.1.2. Display menu………………………………………………………………………… 48
2.1.3. Printer menu……………………………………………………………….…………. 49
2.1.4. Transciever menu……………………………………………………….…………... 50
2.1.5. Bottom detection menu……………………………………………………………... 50
2.1.6. Log menu……………………………………………………………………………... 50

iii
2.1.7. Layer menu…………………………………………………………………………… 51
2.1.8. TS detection menu………………………………………………………………….. 51
2.1.9. Ethernet communication menu……………………………………………………. 51
2.1.10. Serial communication menu……………………………………………………… 53
2.1.11. Annotation menu…………………………………………………………………… 54
2.1.12. Navigation menu…………………………………………………………………… 54
2.1.13. Sound velocity menu……………………………………………………………… 54
2.1.14. Motion sensor menu………………………………………………………………. 55
2.1.15. Utility menu…………………………………………………………………………. 55
2.1.16. Test menu…………………………………………………………………………… 55
3. Operation menu………………………………………………………………………….. 56
3.1. Ping mode………………………………………………………………………………. 56
3.2. Ping interval…………………………………………………………………………….. 56
4. Display menu……………………………………………………………………………... 56
4.1. Echogram speed……………………………………………………………………….. 56
4.2. Echogram……………………………………………………………………………….. 56
4.3. Echogram #.……………………………………………………………………………. 56
5. Printer Menu……………………………………………………………………………… 58
5.1. Printer…………………………………………………………………………………… 58
6. Transceiver menu………………………………………………………………………... 59
6.1. Transceiver……………………………………………………………………………... 59
7. Bottom detection menu…………………………………………………………………. 60
8. Log menu…………………………………………………………………………………. 60
9. Layer menu……………………………………………………………………………….. 61
10. TS detection menu……………………………………………………………………... 62
11. Ethernet communication menu……………………………………………………….. 62
12. Serial communication menu………………………………………............................ 63
13. Portas de comunicação......................................................................................... 63
13.1. Porta serial (RS232 – ASCII)............................................................................. 64
13.1.1. Telegramas asincrônicos (PR, PE, CS, GL, ST)............................................. 64
13.1.2. Telegrama de pulso (Ping-based)................................................................... 65
13.1.3. Telegrama de log (Odômetro – Log-based)................................................... 66
13.1.4. Ecograma......................................................................................................... 67
14. Referências bibliográficas...................................................................................... 68
V. Organismos Planctônicos
1. Definição.................................................................................................................. 69
2. Classificação dos 0rganismos planctônicos........................................................... 69
2.1. Classificação por tamanho.................................................................................... 69
2.2. Classificação por aspectos ecológicos................................................................. 70
2.2.1. Hábitat................................................................................................................ 70
2.2.2. Distribuição vertical............................................................................................ 71
2.2.3. Ciclo de vida...................................................................................................... 71

3. Adaptações à vida pelágica..................................................................................... 71
4. Amostragem do plâncton......................................................................................... 73
4.1. Desenho amostral................................................................................................. 75
4.2. Amostra qualitativa............................................................................................... 75
4.3. Amostra quantitativa............................................................................................. 75
5. Equipamento de coleta............................................................................................ 76
5.1. Garrafa.................................................................................................................. 76
5.1.1. Garrafa aberta.................................................................................................... 76
5.1.2. Garrafa fechada................................................................................................. 77
5.2. Bomba de Sucção................................................................................................. 80
5.2.1. Bomba externa................................................................................................... 81
5.2.2. Bomba submersa............................................................................................... 82
5.2.3. Bomba com coletor múltiplo............................................................................... 82
5.3. Rede Coletora....................................................................................................... 84
5.3.1. Tamanho de rede ideal...................................................................................... 86
5.3.2. Malha de rede................................................................................................... 86
5.3.3. Fazendo uma rede ciclindro cônica.................................................................. 88
5.3.4. Montagem da rede............................................................................................. 91
5.3.5. Tipos de redes................................................................................................... 93
6. Sistemas Ópticos..................................................................................................... 113
6.1. Sistemas ópticos que produzem imagem............................................................. 115
6.1.1 Video Plankton Recorder – VPR......................................................................... 116
6.1.2 O Sistema ZooVis............................................................................................... 116
6.1.3 Underwater Video Profiler – UVP....................................................................... 117
6.1.4 O Observatório 3D de zooplânton...................................................................... 117
6.1.5 Underwater Electronic Holographic Camera – eHoloCam…….………………… 118
6.2. Sistemas ópticos de interrupção de luz................................................................ 119
6.2.1 Optical Plankton Counter – OPC…………………………………………………… 119
6.2.2. Laser Optical Plankton Counter – LOPC………………………………………… 120
6.3. Vantagens e desvantagens.................................................................................. 121
7. Equipamentos auxiliares.......................................................................................... 122
7.1. Fluxômetro............................................................................................................ 122
7.1.1. Como calcular volume....................................................................................... 122
7.1.2. Montagem do fluxômetro na rede...................................................................... 124
7.2. Clinômetro............................................................................................................. 125
7.3. Depressor............................................................................................................. 125
7.4. Mecanismo de fechamento................................................................................... 126
7.5. Polia odométrica.................................................................................................. 126
8. Lista de equipamentos............................................................................................ 126
9. Métodos de trajeto.................................................................................................. 128
9.1. Vertical.................................................................................................................. 128
9.2. Horizontal.............................................................................................................. 130
9.3. Oblíquo................................................................................................................. 134
iv

v
10. Planílha de amostragem........................................................................................ 137
11. Referências bibliográficas...................................................................................... 141
VI. Organismos Bentônicos
1. Definição.................................................................................................................. 145
2.1. Classificação por tamanho.................................................................................... 145
2.1.1. Macrofauna........................................................................................................ 145
2.1.2. Meiofauna.......................................................................................................... 145
2.1.3. Microfauna......................................................................................................... 145
2.2. Classificação quanto ao tipo de relação com o substrato..................................... 146
2.2.1. Epifauna............................................................................................................. 146
2.2.2. Infauna............................................................................................................... 149
3. Amostragem dos organismos bentônicos................................................................ 152
3.1. Tipos de amostragem........................................................................................... 152
3.1.1. Qualitativa.......................................................................................................... 153
3.1.2. Quali-quantitativa ou semi-quantitativa.............................................................. 153
3.1.3. Quantitativas...................................................................................................... 153
3.2. Amostradores de ambientes profundos................................................................ 153
3.2.1. Equipamentos de arrasto................................................................................... 153
3.2.2. Cilindros (mergulho), tubos extratores, placas metálicas.................................. 156
3.2.3. Amostradores que funcionam por sucção......................................................... 157
3.2.4. Pegadores de fundo........................................................................................... 157
4. Peneiramento........................................................................................................... 158
VII. Organismos Nectônicos
1. Introdução................................................................................................................ 160
2. Pesca e pescarias.................................................................................................... 160
2.1. Classificação das pescarias.................................................................................. 161
2.1.1 Pescarias industriais........................................................................................... 161
2.1.2. Pescarias de pequena escala............................................................................ 162
2.1.3. Pescaria artesanal............................................................................................. 162
2.1.4. Pescaria esportiva ou recreacional.................................................................... 162
2.1.5. Pescaria comercial............................................................................................. 162
2.1.6. Pescaria de subsistência................................................................................... 162
2.1.7. Pescaria tradicional............................................................................................ 162
2.2. Estado das pescarias mundiais............................................................................ 162
3. Métodos de coleta de nécton................................................................................... 165
3.1. Redes de cerco..................................................................................................... 166
3.2. Redes de arrasto.................................................................................................. 167
3.2.1. “Beam-trawl” ou rede de arrasto-de-viga........................................................... 171
3.2.2 Rede de arrasto de portas de fundo................................................................... 172
3.2.3 Rede de arrasto de portas de meia-água........................................................... 174
3.2.4 Rede de arrasto em parelha............................................................................... 174

3.3. Linha e anzol......................................................................................................... 175
3.3.1. Pesca com linha de mão e com vara ou caniço................................................ 176
3.3.2. Vara e isca viva................................................................................................. 177
3.3.3. Espinheis........................................................................................................... 178
3.4. Covos.................................................................................................................... 180
3.5. Redes de emalhar................................................................................................. 181
3.6. Dragas.................................................................................................................. 184
4. Amostragem biológica............................................................................................. 184
4.1. Amostragem biológica dos peixes....................................................................... 185
4.2. Amostragem biológica dos crustáceos................................................................. 187
5. Referências bibliográficas........................................................................................ 190
vi

1
I. O ensino de Graduação em Oceanografia no Brasil
Luiz Carlos Krug
A criação de cursos de Oceanografia no Brasil pode ser dividida em três ciclos. O
primeiro teve início com a criação do curso de Oceanologia da FURG em 1971 (ano de
ingresso da primeira turma) e se estendeu até pouco além da metade da década de
90. Neste período foram criados outros dois cursos, um na Universidade do Estado do
Rio de Janeiro – UERJ (Rio de Janeiro/RJ), em 1977, e o outro na Universidade do
Vale do Itajaí – UNIVALI (Itajaí/SC), em 1992. A criação destes cursos teve por base a
convicção de que o mar era um manancial inesgotável de recursos, pesqueiros em
particular, razão pela qual havia necessidade de formação de um profissional capaz de
contribuir para a exploração ordenada destas riquezas.
O segundo ciclo foi desencadeado pela aprovação da Lei N° 9.394 (Lei de Diretrizes e
Bases da Educação Nacional – LDB), de 20.12.96, que garantiu às instituições
reconhecidas como universidades e centros universitários autonomia para criar cursos
de graduação. Até então, todas as instituições tinham que solicitar autorização prévia
ao Ministério da Educação – MEC. Num momento em que a preocupação com as
questões ambientais começava a ganhar cada vez mais espaço junto à sociedade,
para o que muito contribuiu a Conferência das Nações Unidas para o Meio Ambiente e
o Desenvolvimento – CNUMAD (ECO’92/Rio’92), a criação de novos cursos que
tinham como foco principal a preservação e a exploração sustentável de recursos
aquáticos ocorreu como um processo natural. Assim, foram criados cursos de
Oceanografia no Centro Universitário Monte Serrat – UNIMONTE (Santos/SP), em
1998, na Universidade Federal do Espírito Santo – UFES (Vitória/ES), em 2000, na
Universidade Federal do Pará – UFPA (Belém/PA), também em 2000, na Universidade
de São Paulo – USP (São Paulo/SP), em 2002, na Universidade Federal da Bahia –
UFBA (Salvador/BA), em 2004 e, naquele mesmo ano, na Universidade Federal do
Paraná – UFPR (Pontal do Sul/PR). Neste período também foi criado um curso da
modalidade na Faculdade Metropolitana de Camaçari (Camaçari/BA) (Parecer N°
234/2006 SESu - Portaria MEC N° 500, de 10/02/2006). No entanto, até o presente
não houve o ingresso de nenhuma turma de estudantes.
Ainda em andamento, o terceiro ciclo foi desencadeado pela decisão governamental
de implantar o Programa de Apoio a Planos de Reestruturação e Expansão das
Universidades Federais (REUNI), que tem por objetivo criar condições para a
ampliação do acesso e permanência na educação superior, no nível de graduação,
nas universidades federais. Neste contexto, algumas instituições que tinham grupos de

2
pesquisa e/ou programas de pós-graduação na área Ciências do Mar 1 trataram de
aproveitar as condições favoráveis e propuseram a criação de novos cursos de
Oceanografia. Assim, em 2008 foram criados cursos na Universidade Federal de
Santa Catarina – UFSC (Florianópolis/SC), na Universidade Federal do Ceará – UFC
(Fortaleza/CE) e na Universidade Federal de Pernambuco – UFPE (Recife/PE), este
último com previsão para iniciar em 2009. Os planos de expansão da Universidade
Federal do Sergipe – UFS (São Cristovão/SE) e da Universidade Federal de São
Paulo – UNIFESP (São Paulo/SP) também prevêem a criação de cursos desta
modalidade. A Universidade Federal de Alagoas – UFAL (Maceió/AL), embora não
mencione explicitamente em seu plano de expansão, trabalha com a perspectiva de
criar um curso de Oceanografia no âmbito do REUNI. Em todos estes casos, por força
das normas do programa governamental, o prazo limite para o ingresso da primeira
turma é 2012.
Confirmada a criação dos cursos de Oceanografia propostos pelas universidades
federais no âmbito do REUNI, o Brasil terá até 2012 um total de 17 cursos, envolvendo
12 universidades federais e 2 estaduais, além de 3 instituições privadas (1
universidade, 1 centro universitário e 1 faculdade), que irão oferecer em torno de 800
vagas para ingresso de novos alunos
2 . Com uma taxa de sucesso (número de
ingressos ao ano/número de graduados ao ano) que tem girado em torno de 50%, a
expectativa é de que estes cursos graduem próximo de 400 profissionais por ano.
Mas em 2012, quando se espera estejam em funcionamento os 17 cursos previstos,
somente 13 dos 17 estados costeiros terão instituições preparando profissionais neste
domínio do conhecimento. Isto porque Santa Catarina (2), São Paulo (3) e Bahia (2)
terão mais de um curso cada, ao passo que Paraíba, Rio Grande do Norte, Piauí e
Amapá não terão nenhum. Talvez fosse conveniente para o país que se adotasse
como política incentivar a existência de pelo menos um curso de Oceanografia por
estado costeiro.
A recente aprovação da Lei N° 11.760, de 31.07.08, que regula o exercício da
profissão de Oceanógrafo, pode ter um reflexo positivo na relação candidatos/vaga
dos cursos de Oceanografia do Brasil. Este crescimento da demanda por vagas nos
cursos, caso se confirme, poderá, em médio prazo, despertar o interesse de
1 Área do saber que se dedica à produção e disseminação de conhecimentos sobre os componentes,
processos e recursos do ambiente marinho e zonas de transição.
2 FURG (40); UERJ (40); UNIVALI (90, com dois ingressos de 45); UNIMONTE (120, com dois
ingressos de 60); UFES (30); UFPA (30); USP (40); UFBA (25); UFPR (40); UFSC (30); UFC (40);
FAMEC (80, com dois ingressos de 40); UFPE (25), UFMA (30); UFS (50); UNIFESP (50) e UFAL
(não há definição).

3
instituições pela formação nesta área de conhecimento, desencadeando um novo ciclo
de criação de cursos desta modalidade. A possibilidade de adesão a um novo ciclo de
criação de cursos de Oceanografia é mais viável nas instituições que estão localizadas
nas proximidades da zona costeira e marinha, ou mantêm alguma unidade ali situada,
e têm alguma tradição na área de Ciências do Mar.
O Brasil é um país com vocação e patrimônio marítimo, que tem no seu Mar Territorial
e na sua Zona Econômica Exclusiva recursos naturais incomensuráveis, vivos e nãovivos,
conhecidos ou por serem descobertos, em exploração ou ainda intocados, que
precisam ser protegidos e racionalmente utilizados. A formação de profissionais
capazes de contribuir para a preservação e exploração ordenada das riquezas deste
mar é uma necessidade que se impõe cada vez mais. Mas o Brasil também tem cerca
de 8.500 km de costa, 395 municípios costeiros e aproximadamente 30% de sua
população vivendo na zona costeira. A identificação, monitoramento, proposição e
implementação de medidas mitigatórias para os problemas ambientais decorrentes da
atividade econômica e da ocupação destes espaços estão entre as atribuições dos
Oceanógrafos, o que reforça a necessidade de formação destes profissionais.

4
II. Embarques Científicos em Oceanografia
Jorge P. Castello
1. Introdução
A Terra é possivelmente um planeta único no universo. Na verdade ele deveria ser
chamado de Planeta Água, uma vez que ela cobre 71% de sua superfície, ou se fosse
observado desde o espaço, ser chamada de Planeta Azul, já que essa é sua cor
predominante.
Porque estudar o Oceano?
Algumas respostas possíveis são:
• O oceano exerce uma influência marcante sobre o clima e o tempo
• É fonte de alimentos, energia, recursos minerais, princípios ativos de
medicamentos, etc.
• Proporciona vias de navegação
• Tem importância militar
• Proporciona usos recreacionais
• É um rico cenário cultural e histórico
Sua superfície encontra-se em constante movimento respondendo aos ventos, às
correntes e a uma série de forças físicas que controlam sua dinâmica. Se a superfície
pode ser agitada e sendo possível de ser observada, a água que se encontra em
maiores profundidades é um meio estranho para o homem o que limita sua
capacidade de observação direta. Entretanto, é nesse mundo submerso que se
encontra a maior diversidade de ambientes e seres vivos.
A oceanografia é um exemplo de ciência multidisciplinar e interdisciplinar. Cada feição
oceanográfica tem uma “assinatura” física, química, biológica e geológica. Por isso é
necessário ter uma abordagem múltipla e articulada. Isto tem levado a que cientistas,
curiosos e ávidos por entender mais e melhor, conscientes dessa multidisciplinaridade
colaborem para responder à importantes questões.
Para entender o que sucede no mar é necessário, na maioria das vezes, estar no mar
e coletar informações que permitam “observar” o que está na superfície, mas também
o que se encontra na coluna de água e sobre o leito marinho. O sensoreamento
remoto é uma ferramenta importante com a grande vantagem da sinoticidade e larga
abrangência de escalas espaciais e temporais. No entanto, ele ainda é essencialmente
limitado a uma lâmina superficial de água. Para saber mais e examinar com maior
detalhe é necessário aumentar a profundidade das observações. A maneira de

5
resolver isso é baixar equipamentos e redes ao longo da coluna de água e/ou
posicioná-los sobre o fundo do mar.
Então, o emprego de uma embarcação é fundamental. No entanto, não pode ser
qualquer embarcação. Ela deve reunir um mínimo de requisitos que levem em
consideração, segurança, autonomia de combustível e água, navegabilidade,
capacidade de manter posições, meios de comunicação, espaço de convés, potência,
velocidade média, potência elétrica dos geradores, número de tripulantes, dotação
para cientistas, técnico e alunos, instrumentação fixa, tipo e número de guinchos para
operar equipamentos e redes, etc.
Quando propomos realizar um cruzeiro oceanográfico estaremos comprometidos com
a procura de respostas para uma série de perguntas e hipóteses. Essas perguntas
surgem do exame dos antecedentes publicados, dados pretéritos, necessidades
identificadas, etc.
Dessa forma, procura-se minimizar o risco de não obter as respostas procuradas e a
conseqüente dilapidação de recursos. Os custos operativos de uma embarcação de
pesquisa são muito onerosos e, por isso, um planejamento cuidadoso e adequado é
fundamental.
2.Planejando um cruzeiro oceanográfico
2.1.Considerações básicas
A definição do objetivo do cruzeiro e a metodologia que será utilizada são aspectos
cruciais, da mesma maneira que quando se planeja uma pesquisa no laboratório.
Após ter definido um ou mais objetivos para o cruzeiro é recomendável pesquisar os
antecedentes. Uma análise dos dados pretéritos costuma revelar que já se sabe mais
do que se imagina. Entre as informações importantes para um bom planejamento se
encontram as seguintes:
• Extensão da área a ser pesquisada.
• Principais características batimétricas topográficas.
• Cartas náuticas disponíveis e suas escalas.
• Regime meteorológico da região (temperatura média do ar, pressão
atmosférica média, direção e intensidade dos principais ventos, freqüência de

6
passagem de frentes atmosféricas), de acordo com a época do ano. Lembrar
que as diferenças são mais marcadas quanto mais alta é a latitude.
• Regime oceanográfico de acordo com a época do ano, distância da costa,
profundidade, declive da plataforma continental, etc. (isto envolve a distribuição
espacial de parâmetros como temperatura, salinidade, teor de oxigênio
dissolvido, concentração de nutrientes, material em suspensão, transparência e
turbidez da água, penetração da luz, ondas de maré, etc.). Hoje em dia existem
bancos de dados detalhados contendo muita informação acumulada e
interpretada.
• Presença ou ausência de aporte de águas continentais.
• Níveis médios de produtividade primária.
• Principais espécies vegetais e animais e suas inter-relações tróficas.
• Disponibilidade e acesso a dados satelitais em tempo quase real
(fundamentalmente, temperatura da superfície do mar – TSM, ventos, ondas e
topografia submarinha).
Em função dessas informações, ou de parte delas, deve-se considerar a questão das
escalas espaciais e temporais.
Determinados componentes do ecossistema e seus processos ou fenômenos
abrangem escalas temporais da ordem de minutos/horas e escalas espaciais da
ordem de centímetros/metros (plâncton, desenvolvimento de ovos e larvas, etc.) e
outros abrangem escalas espaciais de dezenas a centenas ou milhares de quilômetros
e escalas temporais da ordem de dias a meses ou anos (giros oceânicos, frentes
termo-halinas, formação e destruição de termo-clinas, migração de plâncton, peixes,
mamíferos marinhos, etc) (Fig. 1).
Isto significa que a extensão espacial e duração de um evento condicionam a melhor
estratégia e escolha de amostragem. Provavelmente não sempre será possível fazer a
escolha ideal e o pesquisador deverá adotar um compromisso viável com
conhecimento das limitações inerentes à sua escolha.
Levando em consideração a questão espacial e temporal se define(m) o(s)
equipamento(s) que será (ão) utilizado(s), a freqüência de amostragem e o grau de
cobertura.

7
Figura 1. Ilustração mostrando o espectro de escalas temporais e espaciais dos fenômenos
(escalas logarítmicas) oceanográficos. (Adaptado de McGowan & Field, 2002).
2.2. Escolhendo a rede de estações a cobertura espacial
A escolha da rede de estações e o grau de cobertura espacial requer equacionar a
extensão da área de trabalho, os dias de navio disponíveis, o número de tripulantes e
técnicos/cientistas que executarão o trabalho, o regime de horas (18-24 hs), o número
de estações a serem ocupadas, o tempo médio de ocupação dessas estações, etc.
Normalmente as estações são dispostas espacialmente para formar uma retícula onde
a distância linear entre elas costuma ser de 20 mn (1milha náutica: 1852 m). Por sua
vez as estações costumam ser alinhadas numa transversal perpendicular à costa (o
que em RS equivale ao rumo 120° no sentido costa – mar). Essas transversais são
regularmente separadas por 15-20 mm. A embarcação segue então um percurso
seqüencial visitando cada uma dessas estações e executando as observações e
coletas previstas.

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Quando outras observações, não pontuais (em estações), são previstas (hidroacústica,
coleta contínua de plâncton, registro de temperatura, salinidade, etc) a
embarcação pode seguir uma rota em zig-zag ou retangular (“letra grega”) (Fig. 2)
efetuando uma varredura. A escolha do tipo de percurso tem que levar em conta
distância, tempo disponível e eficiência da cobertura.
Figura 2. Exemplo de uma rede de estações oceanográficas (círculos cheios) em duas regiões
da Plataforma Continental do sul do Brasil que a embarcação visita seqüencialmente
descrevendo um percurso retangular ou em “letra grega” (linha contínua).
Ainda, é possível que em determinadas circunstâncias seja necessário permanecer
num determinado local por um tempo prolongado realizando observações in situ
durante 24 hs ou mais. Nesse caso, a estratégia é outra e ela é recomendada para
acompanhar processos intensivamente em pequena área, mas com alta cobertura
temporal.

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2.3. Escolhendo os equipamentos
Em função dos parâmetros que escolhemos mensurar e das coletas de material vivo
ou não-vivo que seja necessário recolher serão feitas as escolhas dos equipamentos
de medição (direção e intensidade do vento, ecossonda, roseta oceanográfica, CTD,
correntômetro, irradiômetro, fluorímetro, garrafa de Niskin, turbidímetro, etc.) e de
artefatos de coleta de plâncton (redes de fito, zooplâncton e ictioplâncton), de coleta
de sedimentos e organismos de fundo (dragas, beam-trawl, etc.) de peixes de fundo
ou na coluna de água (redes de arrasto de fundo e meia água, emalhe, espinhel, etc).
Cada um desses equipamentos e artefatos tem demandas específicas de guinchos,
bitola de cabo, resistência e velocidade de descida/içado ou arrasto.
Os instrumentos de medição devem estar previamente calibrados e o usuário ter os
respectivos manuais de uso e manutenção sempre disponíveis. Detalhes como
baterias com baixa carga ou sulfatadas, infiltração de água, umidade, conexões USB
ou RS 32 defeituosas, etc. podem provocar leituras erradas, que depois não poderão
ser corrigidas, ou ainda, impedir a leitura de um ou mais parâmetros.
Sempre que possível e se não houver restrições orçamentárias, é recomendável ter
unidades de reposição à bordo.
Já para os equipamentos de coleta deve-se considerar a possibilidade de avarias ou
perda. Portanto, cabos de segurança, revisão e reforço de manilhas (por exemplo, a
maior parte dos barcos propulsados por motor diesel, sofre com a trepidação que se
transmite por toda a estrutura da embarcação provocando o afrouxamento e soltura de
parafusos), panos de rede para substituição é quase obrigatório.
2.4. As operações de convés e sua logística
As operações de convés necessitam ter um bom planejamento. Com esse fim, o chefe
científico tem que pensar na seqüência das operações quando a embarcação é
posicionada numa estação.
É praxe que os trabalhos na estação comecem com o lançamento da roseta armada
com o CTD, as garrafas de Niskin, um fluorímetro, etc. Depois costumam serem
lançadas as redes para coleta de plâncton, seguidas pelos amostradores de fundo,
restando por último as operações de pesca, que variam de acordo com as espécies
visadas.
Em todas estas operações o ideal é que uma tripulação permanente trabalhe no navio
lado a lado com os cientistas, técnicos e alunos. No entanto, aquelas operações ou

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manobras que envolvam guinchos de qualquer natureza são de responsabilidade dos
tripulantes após serem instruídos pelo comandante.
Neste aspecto é necessário ressaltar que o comandante do navio é a máxima
autoridade à bordo, responsável pela segurança das vidas e da embarcação.
Por isso, é recomendável que o chefe científico do cruzeiro mantenha uma reunião
prévia com o comandante explicando a este o roteiro de navegação, todas as
operações previstas e o pessoal técnico/científico que será alocado às diversas
tarefas.
A experiência indica que antes de iniciar um cruzeiro que pode demandar 15 a 25 dias
de navegação se contemple a realização de uma saída piloto de apenas 1 ou 2 dias
de duração onde serão testadas todas as operações. Dessa forma, tem-se a
possibilidade de verificar a viabilidade, dificuldades, riscos e acertar/corrigir detalhes
que podem poupar a ocorrência de problemas não previstos.
Cada barco é diferente de outro e, portanto, é difícil indicar um modelo de operações
único. No entanto, com um pouco de experiência é possível chegar-se a um plano de
trabalho onde cada atividade tem um lugar e uma seqüência certa no convés (Fig. 3).
Figura 3. Planta do convés do N/Oc “Atlântico Sul” mostrando o arranjo dos diversos guinchos
e os locais indicados para as diferentes operações.

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2.5. O registro das informações
Durante um cruzeiro muitas informações são geradas. Portanto, organizar as mesmas
visando sua pronta recuperação e uso é algo indispensável. Planilhas e formulários
bem elaborados, de fácil interpretação e uso amigável é fundamental.
Cruzeiros oceanográficos requerem a interrelação dos dados. Assim, para cada
estação e as respectivas coletas de dados ambientais e de material biológico ou
geológico é necessário saber todos os pormenores que ajudarão na melhor
interpretação dos resultados obtidos.
Ainda, numa etapa mais avançada das análises, é preciso realizar testes estatísticos
diversos, portanto, planilhas e formulários bem organizados são de fundamental
importância.
O material biológico ou geológico coletado que será processado e analisado em terra
tem que estar devidamente conservado, identificado e rotulado. Dependendo da
natureza da amostra coletada, os rótulos têm que ser de material resistente a água e
ao manuseio como papel vegetal ou mesmo papiro e desenhados de forma a conter
informações básicas como nome do projeto, número da estação e data de coleta.
Também é necessária para cada tipo de coleta uma planilha de dados onde serão
anotadas todas as observações pertinentes.
Vale a pena lembrar que uma amostra coletada com identificação deficiente equivale a
uma amostra perdida de difícil ou impossível substituição.
2.6. Acondicionamento e estocagem
O acondicionamento das amostras, em vidros, sacos plásticos, congeladas ou
conservadas em formol ou álcool é outro aspecto importante a considerar. Devido ao
balanço do navio é importante que as amostras sejam estocadas de forma segura até
o momento do desembarque, sob pena de comprometer total ou parcialmente o
esforço dispendido na coleta.
2.7. Resultados preliminares e relatórios
É recomendável analisar os resultados obtidos de forma preliminar durante a própria
execução do cruzeiro. As facilidades presentes de computação com softwares que
permitem a rápida elaboração de gráficos proporcionam uma ferramenta importante
para uma análise inicial dos resultados obtidos numa estação ou perfil/transversal.
Desta forma é possível obter informações que ajudem a tomar decisões para
direcionar melhor as amostragens ou ainda detectar erros que podem ser reparados.

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Seguindo uma rotina pré-estabelecida pode-se elaborar um relatório de cruzeiro que
será distribuído a todos os cientistas do cruzeiro sintetizando as principais atividades e
os resultados preliminares.
3.Considerações finais
Apesar do planejamento, não se pode descartar a ocorrência de diversos imprevistos.
Condições meteorológicas adversas, problemas mecânicos da embarcação,
anomalias nos equipamentos, problemas de saúde dos tripulantes ou cientistas, etc,
costumam ser os imprevistos.
Para minimizar seus efeitos pode-se reservar 10% de tempo adicional na programação
e cálculo de custos.

13
III. Oceanografia Química
Rogério Portantiolo Manzolli & Luana Portz
1. Introdução
Dadas às dificuldades de amostragem inerentes ao próprio meio, a oceanografia é
uma das ciências que mais tem se beneficiado dos avanços tecnológicos da
humanidade para o aprimoramento de seus métodos de pesquisa. A partir do início do
Século XX houve uma enorme evolução dos equipamentos de coleta de dados
oceanográficos, desde o surgimento de engenhos mecânicos e eletrônicos até, mais
recentemente, a popularização de equipamentos digitais e o uso de informações
geradas por satélites em órbita ao redor do planeta (Bonetti, 2009).
A coleta de dados oceanográficos, tanto em oceano aberto, quanto na plataforma
continental, ou ainda, em mares interiores e estuários são muito onerosos. Isso se
deve ao fato de que a realização da coleta de dados em corpos hídricos requer,
necessariamente, a utilização de uma embarcação, excetuando-se os dados obtidos
através de sensoriamento remoto.
Para tanto, o Para a Oceanografia Química o de um cruzeiro deve ser feito de tal
forma que sob qualquer adversidade se possa ter uma solução imediata. Cada
amostra requer metodologia, equipamentos e reagentes distintos. Neste sentido, é
necessário estabelecer os objetivos do cruzeiro, definindo os tipos de análises a serem
realizadas, a metodologia de coleta, além do número e da periodicidade da coleta.
Em linhas gerais, os itens do planejamento são:
• Definição da área de estudo a ser amostrada, plotando em um mapa as
posições das estações oceanográficas;
• Definição da estratégia e parâmetros de amostragem;
• Cálculo do tempo de cruzeiro, levando em consideração todas as atividades
planejadas, considerando os imprevistos, sendo necessário acrescentar um
tempo extra;
• Tempo de coleta em cada ponto de amostragem;
• Listagem dos equipamentos e materiais necessários para coleta, análise e
preservação das amostras;
• Cuidado na obtenção de amostras;
• Transporte das amostras;
A principal parte de um cruzeiro oceanográfico ocorre antes do embarque
propriamente dito, pois a preparação do material necessário deve seguir passos

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corretos, desde a separação dos equipamentos e vidrarias até o acondicionamento
minucioso dentro da embarcação.
De maneira a facilitar o entendimento, este manual esta dividido de forma a orientar as
coletas dos dados por parâmetros químicos, indicando o método analítico usado e os
equipamentos que podem substituir estes métodos tradicionais.
2. Cuidados na preparação para coletas em oceanográfia química
A coleta de amostras, embora possa parecer uma tarefa simples, pode representar o
sucesso ou não de uma pesquisa ou de um monitoramento. As recomendações e
cuidados aqui citados devem ser considerados para o bom desenvolvimento nos
trabalhos de campo.
2.1. Anteriomente a saída
• Verificar o número de frascos disponíveis para armazenar as amostra, assim
como verificar se há algum tipo de vazamento, frascos sem tampa, etc.,
separando alguns frascos de reserva;
• Dar preferência a materiais de plástico: pipeta, proveta, bequer, etc; caso a
análise não permita, acondicioná-los com segurança;
• Verificar o estado físico do equipamento de coleta de água, procedendo a sua
calibração antes da chegada em campo;
• Verificar as soluções padrões de calibração e as soluções de preservação ou
fixadoras, quanto aos prazos de validade, presença de materiais em
suspensão ou sedimentados, etc;
• Verificar todos os equipamentos eletrônicos quanto a baterias, pilhas, soluções
de calibração, e, aqueles que necessitam de energia externa, conferir a
voltagem;
• Providenciar água destilada para lavagem dos materiais utilizados;
• Providenciar material para anotação e registro dos dados obtidos e
observações de campo.
2.2. Descontaminação dos frascos
Os materiais de coleta destinados às análises físico-químicas podem ser preparados
de diversas maneiras, existindo para isso vários métodos de descontaminação que
utilizam soluções ácidas ou uma combinação destas com agentes oxidantes,
proporcionando limpeza eficiente da superfície interna do recipiente de vidro ou de
plástico.

15
Os frascos e tampas devem ser lavados em banhos de soluções de detergentes que
garantam a limpeza total e sem resíduos (ex: Extran), sendo enxaguados com água
corrente. Após, este procedimento estes deverão ser colocados em solução de ácido
nítrico 10 %, seguindo-se por enxágües com água destilada.
Os frascos para análise de macronutrientes, como os sais dissolvidos de nitrogênio e
fósforo, devem ser descontaminados com uma solução de ácido clorídrico a 5 %.
3. Cuidados na coleta
• Evitar a coleta de partículas grandes, folhas, detritos ou outro tipo de material
estranho acidentalmente, exceto no caso de sedimento de fundo;
• Proceder à calibração dos equipamentos de medição in situ com as
respectivas soluções padrões de referência;
• Utilizar reagentes preservantes ou fixadores, de grau analítico 3 , observando a
integridade dos reagentes, como prazo de validade, contaminantes grosseiros
(material em suspensão), coloração do reagente, etc.;
• Ter cuidado para evitar a contaminação dos frascos e equipamentos de coleta,
evitando a exposição a outras impurezas que possam ser grande fonte de
contaminação como gasolina, óleo, fumaça de exaustão de veículos e
cigarros.
• Utilizar durante a coleta das amostras luvas plásticas não-coloridas,
preferencialmente cirúrgicas.
3.1. Preservação das amostras
Os principais objetivos dos métodos de preservação de amostras são:
• Retardar a ação biológica e a hidrólise dos compostos químicos e complexos;
• Reduzir a volatilidade dos constituintes e os efeitos de adsorção;
• Preservar organismos, evitando alterações morfológicas e fisiológicas.
Após a coleta, as amostras deverão ser acondicionadas imediatamente até a chegada
ao laboratório designado para as análises. As amostras que exigirem refrigeração para
manutenção de sua integridade física e química devem ser acondicionadas em caixa
térmica com gelo; valendo ressaltar que alguns parâmetros dispensam este tipo de
procedimento, como é o caso do oxigênio dissolvido (OD), fixado em campo. As ações
biológicas podem ocasionar mudança de valência dos elementos, incorporação de
substâncias dissolvidas à matéria orgânica, ruptura das células, liberando substâncias
3 Grau Analítico – Significa que os reagentes devem ser de “Pureza Analítica” (P.A.), ou seja, com alto
grau de pureza.

16
intracelulares para o meio exterior, etc. As transformações mediadas por
microrganismos podem ser perfeitamente sentidas no caso dos ciclos biogeoquímicos
do nitrogênio e fósforo, quando as formas inorgânicas e orgânicas dissolvidas podem
ser interconvertidas de acordo com as condições ambientais.
Mudanças nas condições físico-químicas da amostra podem resultar em grandes
alterações na sua composição inicial através da precipitação de metais dissolvidos ou
formação de complexos com outros constituintes, mudança no estado de oxidação de
cátions e ânions, dissolução ou volatilização com o tempo, possibilidade de adsorção
de íons pelas paredes dos frascos ou perda através de mecanismos de troca iônica.
Tabela 1: Resumo dos métodos analíticos utilizados para cada parâmetro.
Volume
necessário
Tempo máximo
armazenamento
Análise
Preservação
Método analítico
Temperatura 50 mL - Medido no local
Termosalinômetro
/ Multiparâmetro
Salinidade 50 mL - Medido no local
Salinômetro /
Multiparâmetro
pH 50 mL - Medido no local Peagâmetro
Transparência - - Medido no local
Uso de um Disco
de Secchi
Turbidez
200 mL
No escuro, sem
variação térmica
24 horas Turbidimetro
Oxigênio
Fixar a amostra
Oxímetro / Método
300 mL
24 horas
dissolvido
com R1 e R2
químico
Fixar 1 frasco e
DBO 5
2 X 300 mL incubar 1 por 5 24 horas / 5 dias Método químico
dias
MaterialParticulado
em suspensão
Nutrientes
inorgânicos
500 mL
250 mL
Filtrar a amostra
imediatamente
Filtrar a amostra
imediatamente
-
Gravimetria de
Volatilização
- Espectrofotometria
4. Temperatura
A temperatura é considerada um parâmetro químico importante na avaliação da
qualidade de água por representar as variações locais e sazonais do ambiente. A
temperatura influencia na velocidade das reações químicas e biológicas, além disso, a
variação da temperatura afeta diretamente a densidade da água, e como
conseqüência, altera os processos de transporte. Um exemplo importante dos efeitos
da temperatura sobre a química da água é o seu impacto sobre o oxigênio, que em
temperatura mais elevadas afeta a sua solubilidade na água, fazendo com que esse
gás se difunda mais facilmente para a atmosfera. Isso acarreta uma diminuição de sua
disponibilidade, prejudicando diversas formas de vida aeróbicas aquáticas. Alguns
compostos também se tornam mais tóxicos para a vida aquática em temperaturas
mais elevadas. Além disso, o impacto da variação térmica exerce um efeito
particularmente nocivo para as formas estenotérmicas (que não toleram grandes

17
variações de temperatura) como o salmão e a truta. A temperatura pode variar em
função de fontes naturais (energia solar) e fontes antropogênicas (despejos industriais
e águas de resfriamento de máquinas). Portanto, a temperatura é um parâmetro muito
importante na obtenção de dados oceanográficos.
4.1. Método de coleta
Em um cruzeiro oceanográfico a temperatura pode ser medida utilizando-se um
termômetro comum ou através de equipamentos digitais, tais como:
termosalinômetros, termopeagâmetros ou sondas multiparâmetros.
4.1.1. Termômetro comum
Coletar água em um recipiente (ex: balde) e introduzir um termômetro com uma boa
precisão (de preferência 0,1°C) deixar 30 segundos para a estabilização da
temperatura, retirar da água e ler o resultado o mais rápido possível para não haver
alteração da temperatura. É possível medir diretamente no corpo hídrico, protegendo
o termômetro com um compartimento metálico ou de plástico onde o bulbo permanece
imerso numa espécie de copo com cerca de 200 mL de capacidade permitindo a
leitura da temperatura mesmo com o instrumento fora d’água.
4.1.2. Equipamentos digitais
Utilizar equipamentos como, por exemplo, termosalinômetro, termopeagâmetro ou
sondas multiparâmetros, baseia-se no mesmo princípio do termômetro comum, porém
é um “probe” que é descido até o corpo hídrico. Depois de esperar por 30 segundos a
leitura é feita diretamente no equipamento. Normalmente estes equipamentos devem
ser calibrados antes de começar as coletas. Estes equipamentos facilitam a coleta de
dados, pois realizam a leitura de mais de um parâmetro embora sejam mais utilizados
para leituras de parâmetros em coletas muito superficiais.
4.1.3. CTD
Para a coleta da temperatura em profundidades abaixo da subsuperfície usa-se
equipamentos como o CTD. Descrição do procedimento de calibragem e coleta na
parte de Oceanografia Física.
5. Salinidade
A salinidade é a quantidade total de material dissolvido na água do mar. Esta é uma
convenção que se aproxima à massa em gramas dos sólidos obtidos a partir de 1 Kg

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de água do mar, quando os sólidos tenham sido secados a 480 º C até peso constante,
e nessa secagem, a matéria orgânica tenha sido completamente oxidada, e os
brometos e os iodetos da amostra substituídos por uma quantidade equivalente de
cloretos, e os carbonatos convertidos a óxidos (Aminot & Chaussepied, 1983).
A salinidade é uma grandeza física adimensional por ser a relação proporcional entre
outras grandezas. Por esta razão usualmente de salinidades são medidos em termos
de ppm (partes por mil ou “ppt – parts per thousand”). Com a mudança da definição de
salinidade (relação entre a condutividade da água do mar e a de uma solução
balanceada de cloreto de potássio) foi estabelecido uma relação definitiva entre a
condutividade da água do mar e a sua salinidade, chamada Escala Prática de
Salinidades (EPS ou “PSS – Practical Salinity Scale”). Como a salinidade prática é
uma razão (divisão de dois termos com mesma unidade) não existe nenhuma unidade
(que se cancelam na divisão). A unidade "psu - practical salinity unit" não tem muito
sentido e seu uso é fortemente desencorajado.
A partir de dados da salinidade, temperatura e da pressão é possível determinar a
densidade da água. Esta diminui quando a temperatura aumenta e cresce com o
aumento da salinidade e da pressão. A densidade é importante porque o oceano tende
a mover-se de maneira que a água mais densa esteja no fundo e a menos densa na
superfície.
5.1. Métodos de coleta
Até 1950, eram usados métodos químicos de laboratório para se estabelecer à
salinidade, como o método clássico de Mohr (titrimetria de precipitação), embora já se
soubesse da viabilidade do emprego de metodologias físicas. A utilização de
refratômetros também era, e, ainda é, bastante utilizada. Porém, com o
desenvolvimento de técnicas para medir a condutividade elétrica, começaram a serem
adotados estes método físico, por serem muito mais rápido e prático. Como a
condutividade elétrica é diretamente proporcional à salinidade, conversões
algorítmicas são empregadas para a determinação da salinidade.
5.1.1. Refratômetro
O refratômetro utiliza o princípio da refração da luz, uma vez que a salinidade é
diretamente proporcional à refração da luz provocada pelos cristais de sal, bem como
à densidade, neste sentido as medições destas variáveis podem conduzir a valores de
salinidade.

19
O refratômetro (Fig. 1) de mão é simples de ser utilizado, porém não possui uma boa
precisão, variando em torno de 0,2 de salinidade. Para realizar a medição da
salinidade utilizando um refratômetro é importante seguir os seguintes passos:
• Abrir a tampa
• Lavar a janela e a tampa com água destilada;
• Secar a janela com papel macio;
• Por uma amostra de água sobre a janela, cobrindo-a completamente;
• Realizar a leitura, olhando contra a luz;
• Lavar a janela e a tampa, novamente, com água destilada;
• Secar com papel macio;
Figura 1. Refratômetro. 1, Janela; 2, Tampa; 3, Parafuso de ajuste; 4, Segurador; 5, Ajuste de
foco do visor. (Fonte: www.iepa.ap.gov.br)
5.1.2. Equipamentos digitais
Os aparelhos digitais, tais como os salinômetros, termosalinômetros, multiparâmetros
e até mesmo os CTD`s são dotados de um sensor que, internamente, possui pares de
eletrodos que medem a corrente e a diferença de voltagem entre os eletrodos. A
voltagem medida é convertida em um valor de condutância em Mili-Siemens (ou Mili-
Mhos) e para converter esse valor para o valor de condutividade (condutância
específica) Mili-Siemens por cm (mS. cm -1 ), a condutância é multiplicada pela
constante da probe que tem unidades em cm (cm -1 ). Todo este processo é realizado
automaticamente pelo aparelho, fornecendo no visor o valor da condutividade e da
salinidade.
Muitas vezes, associados aos salinômetros existem sensores de temperatura, pH, OD,
entre outros e alguns até mesmo de pressão, que coletam estes parâmetros,
concomitantemente, para a correção do valor da salinidade, que é bastante
influenciada pela temperatura e pela pressão.

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5.1.3. Cuidados na obtenção dos resultados
• Efetuar a calibração e a medição das amostras de acordo com as instruções
do fabricante do aparelho;
• Transferir uma alíquota da amostra coletada para um frasco;
• Introduzir o(s) eletrodo(s) na amostra e esperar até o estabelecimento do
equilíbrio, fazer a leitura da salinidade e/ou condutividade;
• Lavar o eletrodo antes e entre as medições de cada amostra, com água
destilada e secar com papel macio;
• Realizar a coleta mergulhando o eletrodo diretamente no ambiente, na
profundidade desejada. Para leituras em profundidades diferente, fazer as
leituras controlando a profundidade através de marcas no cabo de imersão;
6. pH
O pH, potencial hidrogeniônico, é um índice que indica a acidez, neutralidade ou
alcalinidade de um determinado meio. O termo pH foi obtido a partir do modo como a
concentração de íons de hidrogênio é calculada - é o logaritmo negativo do íon
hidrogênio (H + ), ou seja, em pH mais elevado, há menos íons de hidrogênio livre, e
uma mudança de uma unidade pH reflete uma mudança de dez vezes a concentração
do íon hidrogênio. Por exemplo, há 10 vezes mais íons de hidrogênio disponível em
um pH de 7 do que em um pH de 8. O escala de pH varia de 0 a 14, sendo um pH de
7 considerado neutro. Substâncias com pH inferior a 7 são ácidas e as substâncias
com pH superior a 7 são básicas.
O pH da água determina a solubilidade (montante que pode ser dissolvido na água) e
disponibilidade biológica (montante que pode ser utilizado pela vida aquática) de
constituintes químicos, como nutrientes (fósforo, nitrogênio e carbono) e metais
pesados (chumbo, cobre, cádmio, etc.). Por exemplo, além de afetar quanto e qual a
forma de fósforo é mais abundante na água, o pH pode também determinar se a vida
aquática pode usá-lo. No caso dos metais pesados, o grau em que são solúveis
determina a sua toxicidade, desta forma os metais tendem a ser mais tóxicos em
águas com pH mais ácido, por serem mais solúveis.
6.1. Determinação do pH
Os métodos disponíveis para determinação do pH são fundamentalmente
colorimétricos e eletrométricos. Apesar destes últimos serem atualmentew mais
utilizados, os métodos colorimétricos foram favorecidos por muitos anos devido à falta

21
de conhecimentos técnicos que pudessem fazer dos métodos eletrométricos algo
rotineiro.
Os métodos colorimétricos foram usados empiricamente durante décadas, embora
teorias físico-químicas, hoje, expliquem o princípio dos indicadores utilizados. Eles se
baseiam na mudança de cor quando certas substâncias entram em contato com meio
ácido ou alcalino.
A partir de 1920 os procedimentos eletrométricos começaram a ganhar espaço, pois
superavam deficiências dos métodos colorimétricos. Em 1934 Beckman desenvolveu o
primeiro medidor de pH bem-sucedido. Com o passar dos anos, foram introduzidas
grandes melhorias nos medidores de pH até sua forma atual, incluindo eletrodos de
vidro de alta estabilidade.
O princípio dos peagâmetros atuais é a determinação da força eletromotriz (f.e.m.) de
uma célula eletroquímica constituída por uma solução cujo pH se deseja medir e dois
eletrodos. Um deles é o eletrodo de referência, cujo potencial independe do pH da
solução. O outro é o eletrodo indicador, o qual adquire um potencial dependente do pH
da solução sob exame. O eletrodo de vidro é o modelo mais usado para as medidas
de pH.
6.2.Material necessário
• Frascos de polietileno com tampa rosqueada (50ml) ou frascos de vidro com
tampa esmerilhada (um para cada amostra);
• Bequers de 100 ml (um para cada amostra e para cada solução tampão);
• Soluções tampão com pH 7 e 4;
• Solução de KCl 3M;
• Lenços de papel absorvente macio;
• Termômetro de mercúrio (caso o peagâmetro não tenha registro e calibração
automática de temperatura).
6.3. Calibração do aparelho medidor de pH
A calibração e a medição das amostras devem ser efetuadas de acordo com as
instruções do fabricante do aparelho.
Para a maioria dos equipamentos existem dois controles importantes:
• O controle de desvio lateral usado para corrigir desvios laterais da curva
potencial do eletrodo em função do pH, com relação ao ponto isopotencial. A
calibração do instrumento com soluções tampão é uma aplicação prática de

22
correção deste desvio lateral;
• O controle de inclinação usado para corrigir desvios de inclinação, devido, por
exemplo, à influência da temperatura, promove uma rotação da curvatura do
eletrodo em torno do ponto isopotencial (pH = 7 e E = 0). Na prática, para
evitar a inclinação da curva, para uma dada temperatura, também calibrar o
eletrodo com soluções tampão.
• Os ajustes do desvio lateral e de inclinação utilizando soluções tampões
padrões que constituem os procedimentos básicos de calibração instrumental
para a determinação de pH.
• O aparelho deve ser ligado meia hora antes da calibração, para que ocorra a
estabilização;
• Caso o aparelho não compense automaticamente a temperatura, colocar o
compensador de temperatura do aparelho na temperatura de trabalho.
• Colocar inicialmente o eletrodo, previamente lavado com água destilada e
retirar o excesso de água com um papel absorvente macio, na solução tampão
de pH=7 e corrigir o desvio lateral. Após retirar o eletrodo e novamente lavar
com água destilada e secar; repetindo este procedimento para as soluções
tampão de pH=4.
6.4. Coleta e medida do pH
• Transferir uma alíquota da amostra coletada para um frasco, evitando o
borbulhamento e a exposição prolongada da amostra ao ar.
• Manter a amostra, após a coleta, em local sem a presença de luz até a análise,
devendo esta não ser extendida por longo período de tempo.
• Introduzir o(s) eletrodo(s) na amostra e esperar até o estabelecimento do
equilíbrio, fazer a leitura do pH.
• Lavar o(s) eletrodo(s) com água destilada entre as medidas e secá-lo(s) com
papel absorvente macio.
6.5. Interferências na análise
• O aumento da temperatura causa um aumento da inclinação da curva potencial
do eletrodo versus pH, sendo que a 0°C a inclinação é de 54mV/unidade de pH
e aumenta cerca de 5mV/unidade de pH a cada 25°C;
• Efeitos químicos causados por mudanças no equilíbrio químico (variação de
temperatura, concentração de reagentes, etc.) que agem, por exemplo, sobre
tampões de pH padrões.

23
• Em pH maior que 10 ocorre a interferência da atividade do sódio (causando
resultados mais baixos) a qual pode ser contornada com o uso de um eletrodo
de vidro projetado para minimizar esse erro. Também em meios com pH menor
que 1 o eletrodo de vidro padrão produz resultados maiores que os reais
havendo necessidade de especificação de um eletrodo próprio.
7. Turbidez
A turbidez de uma amostra de água é o grau de atenuação de intensidade que um
feixe de luz sofre ao atravessá-la. Esta redução ocorre devido à absorção e
espalhamento da luz, uma vez que as partículas que provocam a turbidez nas águas
são maiores que o comprimento de onda da luz branca.
As principais causas da turbidez da água são: presença de matérias sólidas em
suspensão (silte, argila, sílica, colóides, etc.), matéria orgânica e inorgânica,
organismos microscópicos e algas.
O conhecimento desse parâmetro é fundamental para se determinar à intensidade da
luz penetrante sobre o sistema aquático superficial, onde os produtores primários
produzem matéria orgânica graças à fotossíntese.
As mudanças nos valores deste parâmetro podem estar associados a dragagens,
aumento de vazões, enchentes e, até mesmo, por organismos que remobilizam o
sedimento de fundo (bioturbação) aumentando a turbidez das águas.
Concentrações elevadas de partículas em suspensão em águas rasas como lagos e
baías podem interferir na fotossíntese levando ao sufocamento dos habitats aquáticos.
Partículas finas podem também obstruir ou causar danos sensíveis as estruturas de
alguns organismos (Ex: Bivalvos Filtradores).
7.1. Determinação da turbidez
A turbidez pode ser medida por turbidímetro, que é um aparelho baseado na
comparação da intensidade de luz espalhada pela amostra em condições definidas,
com a intensidade da luz espalhada por uma suspensão considerada padrão. Quanto
maior a intensidade da luz espalhada maior será a turbidez da amostra analisada. O
turbidímetro é o aparelho utilizado para a leitura, este aparelho é constituído de um
nefelômetro, sendo a turbidez expressa em Unidades Nefelométricas de Turbidez
(UNT).

24
O nefelômetro consta de uma fonte de luz, para iluminar a amostra, e um detector
fotoelétrico com um dispositivo para indicar a intensidade da luz espalhada em ângulo
reto ao caminho da luz incidente.
A determinação pode ser feita diretamente no ambiente, ou pode-se recolher as
amostras a serem analisadas em frascos de vidro ou plástico, para determinação
posterior. É aconselhado que as amostras sejam armazenadas em local escuro à
temperatura ambiente e as análises realizadas num período máximo de 24 horas. É
importante tomar o cuidado de verificar a presença de partículas ou materiais
estranhos.
O aparelho deve detectar diferenças de turbidez de 0,02 unidades para águas com
turbidez menor que 1 unidade (ex: águas oceânicas), a turbidez máxima a ser medida
é 40 UNT, sendo necessário realizar diluições se a medida da turbidez for superar ao
valor máximo.
7.2. Interferentes
• Presença de detritos e materiais grosseiros em suspensão que se depositam
rapidamente, o que levará a resultados subestimados;
• Cor, devida à sua propriedade de absorver luz interferindo negativamente;
• Bolhas pequenas provocarão resultados superestimados.
7.3. Material necessário
• Turbidímetro com nefelômetro;
• Tubo para amostra, de vidro incolor;
• Água destilada, para diluição, se necessário passar a água destilada através
de um filtro de membrana de porosidade de 0,45 microns, para a garantia de
que não existe material em suspensão;
• Solução para calibração.
7.4. Análise
• Calibrar o aparelho de acordo com as instruções do fabricante
• Medir os padrões no turbidímetro, cobrindo todas as faixas de interesses e
preparar curvas de calibração dentro do interesse das amostras.
7.4.1. Turbidez menor que 40 unidades
• Homogeneizar a amostra para que ocorra a dispersão dos sólidos;

25
• Fazer a leitura da amostra no turbidímetro após o desaparecimento das bolhas
de ar.
7.4.2. Turbidez maior que 40 unidades
• Diluir a amostra com água destilada, de modo que, as leituras estejam dentro
da faixa desejada;
•
• Cálculo de diluição Turbidez (UNT) = A (x) F;
onde:
A= leitura da amostra,
F= fator da diluição
7.5. Procedimentos
• Selecionar a faixa de 20 NTU através da chave seletora de faixas;
• Introduzir a cubeta do padrão de 10 NTU na câmara fechando-a, limpado o
tubo com papel absorvente macio antes.
• Calibrar o aparelho, girando o botão calibração (STANDARDIZE).
• Desligar o aparelho, utilizando somente a chave seletora de faixas (OFF).
• Colocar a amostra a ser analisada na cubeta, evitando a formação de bolhas.
Fechar com a tampa, limpando a cubeta com papel absorvente macio.
• Inserir o tubo na câmara e fechá-la.
• Selecionar a faixa apropriada através da chave seletora de faixa.
• Anotar o valor em NTU assim que a leitura estabilizar.
8. Transparência da água
Do ponto de vista óptico, a transparência da água pode ser considerada o oposto da
turbidez. A transparência é uma medida de extinção da luz, indicando a distância que
um raio de luz consegue penetrar na coluna d’água, variando de poucos centímetros a
dezenas de metros.
A transparência da água é afetada basicamente por 2 fatores: algas e material em
suspensão. Quando há muitos nutrientes na água, as algas multiplicam-se, diminuindo
a transparência. Do mesmo modo, quanto mais material em suspensão estiver
presente, maior será a turbidez e, consequentemente, menor será a transparência.
A medida da transparência da água pode ser obtida de maneira muito simples, através
de um equipamento, denominado disco de Secchi.

26
8.1. Disco de Secchi
Este disco foi inventado pelo padre italiano Pietro Ângelo Secchi, sendo utilizado pela
primeira vez em 1865, durante suas viagens na nave Papal Imaculada Conceição,
para medir a transparência da água do Mar Mediterrâneo. Era, na época, constituído
de um pesado disco de metal preso por uma corda graduada afundado na água até
seu desaparecimento. Inicialmente foram utilizados discos de diâmetro variável, tendo
atingido até 2 m. Atualmente são utilizados discos com 20-30 cm de diâmetro. Este
pode ser inteiramente branco, como utilizado por muitos grupos de pesquisa no Brasil,
ou pode ter alternado partes brancas e pretas (Fig. 2). Segundo a literatura, este
último oferece melhores possibilidades de ser contrastado com a água, sendo a
profundidade determinada melhor relacionada com a transparência da água.
Figura 2. Disco de Secchi
8.1.1. Coeficiente de atenuação vertical
Mesmo não fornecendo dados qualitativos e quantitativos sobre a radiação
subaquática, é possível calcular o coeficiente de atenuação vertical (Kds) da luz
através das medidas da profundidade do disco de Secchi. A transparência do disco de
Secchi (Zds) é basicamente função da reflexão da luz na superfície do disco, sendo
também dependente da intensidade luminosa sub-superficial (Io) e da intensidade
luminosa na profundidade do desaparecimento visual do disco de Secchi (Ids) e, de
acordo com a lei de Lambert-Bouguer, temos:
Zds = ln(Io/Ids) / Kds (equação 1)
Como a relação Io/Ids é de aproximadamente 1,7, pode-se calcular Kds através da
seguinte relação:

27
Kds = 1,7/Zds (equação 2)
Desta forma, a partir das equações 1 e 2 podem ser calculados fatores que quando
multiplicados pela profundidade do disco de Secchi permitem a obtenção de
profundidades correspondentes a percentuais da luz incidente na coluna de água subsuperficial.
Para calcular a profundidade na massa de água cuja intensidade luminosa
corresponda a 1% do valor da sub-superfície deve-se multiplicar a profundidade do
disco de Secchi por um fator fz de 2,709.
8.1.2.Vantagens
• Simplicidade;
• Baixo custo;
• Facilidade de transporte;
• Muitas informações podem ser obtidas com o seu uso;
• Uso generalizado entre os pesquisadores, permitindo comparações.
8.1.3. Protocolo de medição da transparência da água
• Posicionar-se no lado da sombra projetado por um dos lados do barco e
mergulhar o disco de Secchi preso por um cabo graduado em centímetros;
• O observador deve se posicionar de forma a visualizar o disco de cima para
baixo;
• A profundidade em que o observador perde-o de vista é anotado (profundidade
de desaparecimento). Em seguida, deve-se iça-lo até uma profundidade em
que se torne visível novamente (profundidade de reaparecimento). Anotar a
profundidade do seu aparecimento;
• Utilizar a média das medidas das profundidades de desaparecimento e
aparecimento na coluna da água.
8.1.4. Cuidados
• Todas as leituras devem ser realizadas pelo mesmo operador, uma vez que a
sensibilidade da visão varia para cada pessoa;
• Preferivelmente, as medidas devem ser realizadas entre as 10:00 e 16:00
horas, já que neste período os raios solares incidem em ângulo similar.

28
9. Oxigênio dissolvido
O oxigênio dissolvido (OD) é o elemento principal no metabolismo dos microrganismos
aeróbios. Nas águas naturais, o oxigênio é indispensável também para outros seres
vivos, como peixes, sendo que a maioria das espécies não sobrevive a concentrações
de oxigênio dissolvido na água inferior a 4,0 mg.L -1 .
A água em condições normais contém OD, cujo teor de saturação depende da
profundidade e da temperatura. Neste sentido, quanto maior a pressão, maior a
dissolução, e quanto maior a temperatura, menor a dissolução desse gás.
Águas com baixos teores indicam que podem estar recebendo matéria orgânica, pois
a decomposição desta por bactérias aeróbicas é, geralmente, acompanhada pelo
consumo e, conseqüentemente, pela redução do OD da água. Dependendo da
capacidade de autodepuração do ecossistema, a concentração de Oxigênio pode
alcançar valores muito baixos, ou zero, propiciando, até mesmo, a extinção dos
organismos aquáticos.
A determinação da concentração de OD nas águas também se faz necessária para a
determinação do DBO, ou seja, a Demanda Bioquímica de Oxigênio, que representa o
potencial de matéria orgânica biodegradável nas águas naturais ou em esgotos
sanitários e efluentes industriais.
9.1. Determinação do oxigênio dissolvido
A determinação do OD na água pode ser realizada pelo método químico que está
baseado no método clássico de Winkler (titrimetria de oxidação e redução), ou por
equipamentos digitais como Oxímetros.
9.1.1. Método químico
A determinação do OD pelo método químico é uma determinação indireta da real
concentração de oxigênio no meio aquoso. A quantidade equivalente de oxigênio
molecular dissolvido na água é titulada, com Tiossulfato de Sódio (Na 2 S 2 O 3 ) usandose
como indicador uma suspensão de amido, na forma de Iodo (I) molecular.
Para a determinação do oxigênio dissolvido na água pelo Método Químico deve-se
seguir os seguintes procedimentos:
9.1.1.1. Material necessário
• Frascos de DBO;
• Frascos Erlemeyer;
• Reagentes R1 e R2;

29
• Ácido Sulfúrico;
• Pipetas;
• Bureta para titulação
9.1.1.2. Amostragem, fixação do oxigênio nas amostras e armazenamento.
• Coletar a amostra (ex: garrafa coletora, Niskin) e retirar uma subamostra para
um frasco de DBO (com a tampa esmerilhada), evitando a formação de bolhas
de ar. Pode ser utilizada uma mangueira acoplada a torneira de saída de água
de uma garrafa coletora, sendo esta introduzida até o fundo do frasco de DBO.
• Sifonar a amostra usando um tubo flexível para minimizar a formação de
bolhas de ar para subamostragem, quando a amostra for coletada com um
balde.
• Adicionar 1 mL do reativo R1 (Solução de Sulfato Manganoso {MnSO 4 }) e 1 mL
do R2 (Solução alcalina de Iodeto de Potássio {KI + NaOH}), logo após a
transferência da amostra para o frasco de DBO ainda no local da amostragem,
tomando o cuidado de colocar a ponta da pipeta abaixo da superfície da
amostra.
• Fechar o frasco com cuidado, evitando a formação de bolhas de ar e
homogeneizar a amostra até o precipitado marrom ficar disperso.
• Os frascos contendo as amostras com o oxigênio já fixado quimicamente
podem ser estocados por até 24 horas, tomando o cuidado para não sofrerem
trocas térmicas.
9.1.1.3. Acidificação das amostras fixadas e titulação com Tiossulfato de Sódio
• Para a titulação deve-se adicionar 1 mL de Ácido Sulfúrico concentrado.
• Fechar o frasco com cuidado e misturar até que o precipitado dissolva-se. As
amostras acidificadas são estáveis por muitas horas ou dias, quando não
apresentarem muita matéria orgânica, e podem ser mantidas a temperatura
ambiente. Porém é melhor não retardar a titulação em mais de 1 hora, já que o
iodo formado na acidificação pode ser lentamente consumido na oxidação da
matéria orgânica.
• Realizar a titulação com Tiossulfato de Sódio, utilizando uma solução de amido
como indicador.
9.1.1.4. Reagentes e soluções
Reagentes (R1) Sulfato de manganês: dissolver 365g de sulfato manganoso
monoidratado (MnSO . 4 H 2 O) em água destilada e aferir o volume a um litro. A solução

30
deve ser guardada em frasco escuro.
Reagentes (R2) Iodeto alcalino de Potássio: dissolver 500g de hidróxido de sódio
(NaOH) em 500ml de água destilada. Dissolver 300 g de iodeto de potássio (KI) em
450 mL de água destilada e misturar as duas soluções. Como esta reação libera calor,
deve-se esperar o resfriamento para após aferir a um litro. Armazenar a solução em
frascos de plástico.
Ácido Sulfúrico: Utiliza-se Ácido Sulfúrico (H 2 SO 4 ) P.A.
Suspensão de Amido: dissolver de 2 a 3 g de amido em 100 mL de água destilada,
aquecendo a suspensão até ebulir. Esfria-se e adiciona-se 1 mL de clorofórmio para
preservar a suspensão.
9.1.1.5. Titulação da amostra
• Transferir 50 mL da amostra fixada para o frasco de Erlenmeyer utilizando uma
pipeta volumétrica;
• Adicionar 1 mL do indicador de amido, o amido forma com o iodo molecular um
complexo de cor azul;
• Titular com solução padrão de tiossulfato de sódio, gota a gota, até a cor azul
tornar-se incolor. Anotar o volume gasto do tiossulfato e repetir a titulação para
obter um volume médio.
9.1.1.6. Cálculos da concentração de OD
[O 2 ] mg.L -1 =M(x)(V-b)(x)1000(x)32
4(x)50
9.1.2. Equipamentos digitais
A determinação do oxigênio dissolvido na água também pode ser feita por
equipamentos digitais denominados oxímetros. Existem vários modelos de oxímetros
digitais no mercado, desde aqueles que medem oxigênio dissolvido no sangue até
aqueles que medem oxigênio dissolvido na água.
Os oxímetros possuem diferentes métodos de determinação do oxigênio, variando de
acordo com o fabricante. Podem variar desde os de membranas permeáveis até os de
emissores de luz.
Os mais utilizados na determinação de oxigênio dissolvido na água são os de
membrana permeáveis, estes determinam o oxigênio dissolvido na água através de
uma membrana permeável ao oxigênio sobre um sensor potenciométrico. O oxigênio
que atravessa a membrana encontra o sensor sob tensão polarizante, e reage no

31
cátodo fazendo fluir uma corrente elétrica que é a medida num galvanômetro. A força
que faz com que o oxigênio se difunda através da membrana é proporcional à pressão
absoluta do oxigênio fora da membrana (do lado do ambiente em estudo) uma vez que
do outro lado (no sensor) a pressão do oxigênio pode ser considerada nula já que o
consumo de oxigênio é muito rápido.
A maioria dos oxímetros encontrados no mercado possui acoplados ao seu sistema
sensores de temperatura, facilitando a obtenção deste parâmetro, pois a temperatura
está diretamente associada à concentração de oxigênio dissolvido na água. Para os
que não possuem o sensor de temperatura deve-se realizar a determinação do
oxigênio dissolvido na água no mesmo momento da leitura da temperatura, para ser
feita uma correção.
9.1.3. Cuidados na obtenção dos resultados
• Lavar o probe com água destilada;
• Secar com papel macio;
• Efetuar a calibração e a medição das amostras de acordo com as instruções
do fabricante do aparelho;
• Transferir uma alíquota da amostra coletada para um frasco (deve-se tomar
cuidado para não gerar bolhas);
• Introduzir o probe na amostra, agitando levemente para realizar um fluxo
continuo de água na membrana (deve-se tomar cuidado para não gerar
bolhas);
• Realizar a leitura;
• Lavar o eletrodo antes e entre as medições de cada amostra, com água
destilada e seco com papel macio.
10. DBO
É a quantidade de oxigênio necessária à oxidação da matéria orgânica por ação de
bactérias aeróbias. Representa, portanto, a quantidade de oxigênio que seria
necessário fornecer às bactérias aeróbias, para consumirem a matéria orgânica
presente em um líquido. Este teste bioquímico empírico se baseia na diferença de
concentrações de oxigênio dissolvido em amostras integrais ou diluídas, durante um
período de incubação de 5 dias a 20°C.

32
A estabilização ou decomposição biológica da matéria orgânica lançada ou presente
na água envolve o consumo de oxigênio (molecular) dissolvido na água, nos
processos metabólicos desses organismos biológicos aeróbicos.
Em função do citado anteriormente, a redução da taxa de OD em um recurso hídrico
pode indicar atividade bacteriana decompondo matéria orgânica.
Logo, surge o conceito da demanda de oxigênio em relação à matéria orgânica, sendo
muito utilizada a demanda bioquímica de oxigênio (DBO) que é a quantidade de
oxigênio molecular necessária à estabilização da matéria orgânica carbonada
decomposta aerobicamente por via biológica e a demanda química de oxigênio (DQO)
que é a quantidade de oxigênio molecular necessária à estabilização da matéria
orgânica por via química.
Os processos oxidativos, dentre estes ocupam lugar preponderante os respiratórios,
podem causar um grande consumo de oxigênio nas águas de um manancial.
Microrganismo e vegetais heterótrofos, quando em grande número podem reduzir o
OD a nível zero. Sendo que a proliferação de tais organismos depende das fontes de
alimento, ou seja, matéria orgânica.
A demanda de oxigênio provocada pela introdução de despejos orgânicos em recurso
hídrico é uma demanda respiratória, uma vez que a oxidação desse material é
realizada exclusivamente por via enzimática, logo trata-se de uma demanda
bioquímica de oxigênio.
A DBO 5 é um teste padrão, realizado a uma temperatura constante e durante um
período de incubação, também fixo de 5 dias. É medida pela diferença do OD antes e
depois do período de incubação.
Este texto recebe críticas, principalmente porque as condições ambientais de
laboratórios não reproduzem aquelas dos corpos d’água (temperatura, luz solar,
população biológica e movimentos das águas), mas mesmo com críticas é ainda
considerado um parâmetro significativo para avaliação da carga orgânica lançada nos
recursos hídricos.
10.1. Procedimento
• As coletas das amostras devem seguir o procedimento descrito no parâmetro
de oxigênio dissolvido;
• Para cada local de amostragem serão necessários 2 subamostras para as
análises de DBO;

33
• Uma das subamostras deverá passar pelo procedimento de Fixação do
oxigênio e Acidificação, como descrito anteriormente, para se determinar o
oxigênio dissolvido no momento da coleta (OD1);
• A outra amostra deverá ser estocada em ambiente controlado com 12 horas
luz/12 horas escuro, a 20 °C, por 5 dias;
• Após os 5 dias proceder a fixação e acidificação da amostra, como descrito
anteriormente, para se determinar o oxigênio dissolvido após os 5 dias de
incubação (OD5);
• Quando a amostra a ser analisada é de natureza desconhecida, é necessário
que se prepare diluições, de modo que se consiga uma depleção do OD, em 5
dias, de aproximadamente 2,5 mg.L -1 ;
• Após ter os dois valores de oxigênio dissolvido realizar o cálculo da DBO5.
10.1.1. Cálculo para amostra sem diluição
DBO 5 (mg.L -1 ) = (OD1 – OD5) (x) 100
onde:
OD1 = Oxigênio Dissolvido no momento da coleta
OD5 = Oxigênio Dissolvido depois de 5 dias de incubação
10.1.2. Procedimento com amostras que necessitam de diluição
10.1.2.1. Preparo da água de diluição
Utilizando um compressor de ar comprimido, saturar com ar a água deionizada de
maneira a obter um elevado teor de oxigênio dissolvido (tempo recomendado: ~12
horas). Após a saturação manter a água 30 minutos em repouso para a estabilização.
Para cada litro de água deionizada, adicionar:
• 1 mL da solução tampão fosfato;
• 1 mL de solução de sulfato de magnésio;
• 1 mL de solução de cloreto de cálcio;
• 1 mL de solução de cloreto férrico;
Não é recomendado o armazenamento da água de diluição.
10.1.2.2. DBO da amostra de diluição
Proceder como descrito anteriormente para a análise de DBO, para a verificação da
qualidade dessa água em termos de matéria orgânica biodegradável. Para que a água

34
de diluição tenha um padrão aceitável não deverá haver após 5 dias uma depleção de
oxigênio superior a 0,2 mg.
10.1.2.3. Diluição
Caso a diluição não possa ser feita em campo, conservar a amostra a ser diluída em
ambiente sem presença de luz e refrigerada até a chegada no laboratório.
• Em um balão volumétrico de um litro, adicionar o volume de amostra
correspondente ao percentual de diluição previamente determinado;
• Completar o volume do balão com a água de diluição;
• Homogeneizar;
• Encher os dois frascos de DBO com a amostra diluída, evitando o
borbulhamento durante esse enchimento.
10.1.2.4. Escolha do percentual de diluição
Sabendo-se que em 5 dias a percentagem de demanda de oxigênio é de
aproximadamente 68 % e, considerando que para a análise da DBO é recomendado
um mínimo de 1 mg.L -1 de oxigênio ao final da incubação, pode-se aplicar o seguinte
raciocínio:
-1
[OD1] mg.L original da amostra 100 %
x mg.L -1 de OD
68 %
1 mg.L -1 OD 100 % da amostra
[OD1] mg.L -1 original da amostra - x mg.L -1 de OD Y % da amostra
Y = % da amostra que deverá ser usada para obter no final da incubação (depois
de 5 dias), um mínimo de 1 mg.L -1 de oxigênio.
10.1.3. Cálculo para amostra com diluição
DBO
5 (mg.L -1 ) = (DBO 5 AD) – (DBO 5 BR) (x) 100
% da amostra na diluição
Sendo que:
DBO 5 AD = OD1 da amostra sem diluição – OD5 da amostra com diluição
DBO 5 BR = OD1 da água de diluição – OD5 da água de diluição
OD1 = Oxigênio Dissolvido no momento da coleta
OD5 = Oxigênio Dissolvido depois de 5 dias de incubação

35
Se ocorrer algum imprevisto na avaliação do OD dentro dos 5 dias, por exemplo,
antecipando-se ou atrasando-se a avaliação do OD, utilizar a seguinte tabela para
correção do cálculo da DBO:
• 3 dias: ? valor da DBO encontrado x 1,360
• 4 dias: ? valor da DBO encontrado x 1,133
• 5 dias: ? valor da DBO encontrado x 1,000
• 6 dias: ? valor da DBO encontrado x 0,907
• 7 dias: ? valor da DBO encontrado x 0,850
11. Material particulado em suspensão
O material particulado em suspensão são partículas pequenas, com diâmetro maior
que 0,45 µm, que se encontram presentes na água. Este pode ser composto de uma
fração mineral ou inorgânica (material mineral ou resíduo fixo em suspensão) e outra
orgânica (material orgânico ou volátil em suspensão).
As concentrações na água dependem da hidrodinâmica do sistema, da constituição do
substrato e margens, de fatores metereológicos, entre outros. Em geral as águas
oceânicas profundas são pobres em material particulado em suspensão variando em
média 50 μg.L -1 , enquanto as continentais, principalmente as estuarinas são mais
enriquecidas (Ivanoff, 1972). Quando presente em alta concentração sua distribuição
pode ser usada para inferir os padrões de circulação da água e os locais de maiores
descargas de drenagem ou esgotos, responsáveis pelo aporte de sedimento para os
corpos d'água.
O princípio da determinação é o de gravimetria de volatilização através do método de
Strickland & Parsons (1972) com modificações citadas por Sharp (1974) e Bodungen
et al. (1991). Este método consiste na filtragem de um volume conhecido de amostra
por filtros de membrana de 0,45 μm de porosidade.
11.1. Equipamentos e materiais necessários
• Água destilada;
• Filtros de acetato de celulose ou de ésteres 0,45 µm de poro;
• Pinça de ponta chata;
• Bomba de pressão a vácuo;
• Kitasato, funil de Büchner (ou assemelhado) e Mangueira.

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11.2. Limpeza e pesagem dos filtros
Preparar, anters do cruzeiro, os filtros seguindo o seguinte procedimento:
• Lavar os filtros com água destilada, segurando estes com auxilio de uma pinça;
• Colocar o filtro em uma placa de Petry, previamente limpa, e tampar
parcialmente;
• Levar para a estufa à 30°C por 2 horas;
• As placas contendo os filtros deverão permanecer em dessecador por 2 horas;
• Pesar o filtro em balança analítica de precisão, manuseando com auxílio de
pinça; anotar os pesos em uma planilha e no recipiente de acondicionamento
dos filtros.
11.3. Teste em branco
Para cada dez amostras, três filtros não deverão ser utilizados no equipamento de
filtração, porém devem passar por todas as etapas de lavagem e pesados conforme os
demais filtros.
Os filtros para o teste branco deverão ser repesados junto com o lote das amostras
para a obtenção da diferença do peso entre as etapas. A média da diferença para os
filtros do teste em branco será o valor descontado dos resultados da segunda
pesagem dos filtros utilizados para as amostras.
11.4.Filtragem das amostras
• Montar o equipamento de filtração (Fig. 3);
• Com o auxílio da pinça, colocar o filtro pré-pesado sobre o suporte poroso do
equipamento. Colocar o béquer de filtração, cuidadosamente, sobre o filtro e
prender com as garras ou rosca apropriadas;
• Homogeneizar a amostra, e medir em uma proveta 250 mL de amostra; (caso a
amostra esteja turva, poderá ser utilizado um volume menor e caso a amostra
seja de água marinha, pode-se utilizar um volume maior, até 2 L).
• Ligar o vácuo (0,2 a 0,4 atmosferas de pressão de vácuo) e começar e
derramar lentamente a amostra sobre o béquer do equipamento.

37
Figura 3. Esquema de montagem para filtração.
11.5. Lavagem do filtro
Este procedimento é realizado nas amostras de ambientes marinho e estuarino
com o objetivo de remover os sais (ex: NaCl), que cristalizados no filtro após a
secagem, super-estimando os resultados da análise.
• Após filtrar a amostra, caso seja necessário amostras para nutrientes, desligar
o vácuo e, retirar a amostra de água do frasco de Kitasato enchendo os frascos
das subamostras destinadas as análises de nutrientes dissolvidos;
• Lavar o frasco Kitasato com água destilada e recolocá-lo no equipamento de
filtração;
• Ligar a bomba de pressão à vácuo e passar pelo filtro 5 mL de água destilada,
para remoção dos cloretos do filtro; repetindo este procedimento três vezes;
• No caso de amostras com alta salinidade deve-se fazer uma verificação para
identificação química do momento do fim da lavagem.
11.6. Teste para determinar presença de cloretos
• Após a terceira lavagem do filtro, colocar em uma placa de Petry a água
destilada armazenada no frasco Kitasato;
• Pingar algumas gotas de solução de Nitrato de Prata.
11.6.1. Teste positivo
Formando-se um precipitado branco deve-se repetir os procedimentos de lavagem do
filtro (Lembrando que para repetir este procedimento toda a vidraria utilizada deve ser
lavada com água destilada).

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11.6.2. Teste negativo
Não haverá a formação do precipitado branco, permanecendo a amostra incolor,
determinando o fim da lavagem.
11.7. Remoção do filtro
Após a remoção dos cloretos do filtro, retirar com a pinça, o filtro disposto sobre
o suporte do equipamento de filtração. Colocá-lo envolto em papel alumínio calcinado
e após em embalagem individual previamente identificada.
Manter o filtro congelado à -18°C, até a análise final.
12. Nutrientes inorgânicos: nitrato, nitrito, nitrogênio amoniacal, fosfato e
silicato.
Os nutrientes no meio aquático são elementos biologicamente significativos que
compõe estruturas e tecidos de organismos vivos como esqueletos de diatomáceas,
aminoácidos, matéria prima para a formação de hemoglobina entre outros. São
essenciais para a manutenção da produtividade primária, especialmente o nitrogênio,
o fósforo e o silício.
Nos ecossistemas aquáticos os nutrientes estão disponíveis para a utilização dos
organismos na forma inorgânica dissolvida. Em mares e oceanos, eles ocorrem em
baixas concentrações, atuando como limitantes da produtividade primária do
fitoplâncton.
Para a análise de nutrientes dissolvidos são utilizadas subamostras tiradas da amostra
que foi filtrada para a determinação do material particulado em suspensão.
As amostras destinadas às análises dos nutrientes dissolvidos devem ser filtradas,
independente da análise de material particulado em suspensão para que haja a
separação das formas solúveis e dos materiais particulados em suspensão,
diminuindo as interferências nas análises espectrofotométricas.
A amostra filtrada deverá ser subdividida em cinco frascos, de preferência com as
tampas em cores distintas, para as análises dos nutrientes:
• 25ml para nitrito;
• 25ml para fosfato;
• 25ml para silicato;
• 25ml para amônio;
• 100ml para nitrato.

39
Lembrar de realizar a identificação do local, data, profundidade e parâmetro a ser
analisado.
A estratégia de utilizar frascos individuais para cada parâmetro apresenta as seguintes
vantagens:
• Eliminação das alterações da composição química original da amostra,
causadas pelas sucessivas etapas congela/descongela, necessárias a cada
vez que cada parâmetro tenha que ser analisado, caso uma única amostra seja
congelada para as análises dos cinco nutrientes;
• Diminuição da possível contaminação, tendo em vista que com as análises
feitas diretamente nos frascos de armazenamento, evita-se o uso de vidraria de
laboratório, mais especificadamente das provetas para o desenvolvimento das
reações colorimétricas;
• Aumento na otimização do tempo gasto para as análises, principalmente
porque elimina o preparo das provetas, caso a reação fosse nelas
desenvolvida;
• Diminuição da quantidade de material de laboratório nas análises.
As amostras para a determinação dos nutrientes inorgânicos devem ser congeladas a
– 18 °C.
13. Referências bibliográficas
Aminot, A & Chaussepied, M. (1983). Manuel des analyses chimiques en milieu marin. CNEXO.
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41
IV. Hidroacústica
Antonio B. Greig & Lauro Saint Pastous Madureira
1. Introdução à teoria acústica básica
O estudo da distribuição e ecologia de espécies no oceano apresenta-se mais difícil do
que estes estudos para organismos terrestres. O ambiente pelágico, para citar um
exemplo, é aberto e devido à ocorrência de transporte contínuo, mistura de
comunidades e migrações periódicas do nécton, raramente atinge um estado estável.
Neste sentido, a intensa amostragem horizontal e vertical da coluna d’água em um
curto espaço de tempo, por meio da utilização de som, representa um avanço para a
compreensão deste ambiente.
O som é uma onda mecânica. Assim sendo, necessita de um meio material para se
propagar. Caracteriza-se por uma seqüência de zonas de expansão e contração de
partículas do meio e, se emitido a partir de uma fonte pontual num meio homogêneo,
propaga-se de maneira omni-direcional, criando frentes de pressão esféricas (Fig. 1).
Figura 1. Propagação do som em meio homogêneo, formando frente de pressão esférica
A passagem por um mesmo ponto de duas zonas de contração (ou expansão)
consecutivas determina um ciclo e a distância entre elas, o comprimento de onda
(lambda - λ). O tempo de ocorrência de um ciclo define o período da onda (T),
enquanto o número de ciclos que passam pelo mesmo ponto em um segundo
determina a frequência da onda em hertz (Hz). O gradiente entre as zonas de
expansão e contração indica a amplitude.
Na identificação e avaliação de estoques pesqueiros trabalha-se com um pacote de
som de tamanho e intensidade definidos. Durante as varreduras acústicas são
enviados Pulso acústicos para o interior da coluna d’água. Um pulso compreende uma
série de ondas acústicas emitidas durante um intervalo de tempo e seu comprimento

42
se dará de acordo com a velocidade de propagação do som no meio e o tempo de
transmissão. Na água marinha a velocidade do som é de aproximadamente 1500 m/s,
variando de modo diretamente proporcional à temperatura, salinidade e pressão. O
comprimento de um pulso está associado ao tempo de emissão através da relação “L
= cτ”, onde “L” é o comprimento do pulso, “c” é a velocidade do som no meio e “τ” é a
duração do pulso acústico.
Figura 2. Padrão de diretividade do feixe acústico a partir de um transdutor com a, lóbulo
principal; b, lóbulos secundários e c, regiões nulas.
Para localizar um alvo é necessário direcionar a propagação acústica. Isto é possível
mediante o uso de transdutores piezoelétricos; aparelhos que convertem energia
elétrica para energia acústica, constituídos de um elemento ou uma série deles
justapostos que emitem, individualmente, pulsos acústicos sincronizados. A interação
dos pulsos forma uma estrutura com lóbulo principal e lóbulos secundários
separados por regiões onde a intensidade de energia propagada é nula (Fig. 2). Os
transdutores também recebem os ecos na forma de energia mecânica, revertendo-os
para energia elétrica. Os ecos são as reflexões de energia causadas pelo encontro
das ondas que se propagam com alvos posicionados na coluna d’água.

43
A trajetória descrita pela propagação do pulso direcionado descreve um feixe
acústico com gradiente de intensidade cujo valor máximo no eixo longitudinal diminui
em direção às bordas. Convencionou-se que o “Padrão de Diretividade” gerado possui
o valor máximo um.
Figura 3 .Feixe acústico cônico mostrando o pulso acústico.
Aproximadamente 99% da energia é transmitida dentro do lóbulo principal (Foote
1980, MacLennan e Simmonds 1992). Assim, somente são considerados relevantes
os ecos recebidos de alvos detectados dentro destes limites do feixe. Define-se então
a “Largura do Feixe” (Beam Width) como sendo o ângulo entre o eixo principal e o
ponto onde o padrão de diretividade atinge uma certa intensidade. Normalmente o
valor adotado é de 3 dB em relação à intensidade no eixo. Para fins de análise da
energia refletida adota-se um modelo de feixe ideal cônico, onde o vértice possui um
ângulo sólido denominado “Ângulo do Feixe Equivalente” (Equivalent Beam Angle)
denotado pelo letra grega “Ψ”. Este ângulo descreve o volume efetivamente coberto
pelo feixe (Fig. 3). Para fins de quantificação de biomassa este é o volume amostrado
dentro de cada transmissão da sonda.
Como a propagação acústica se dá originalmente de forma esférica, sua intensidade
se dispersa com a expansão da área superficial proporcionalmente ao quadrado da
distância da fonte de emissão. Esta forma de atenuação do som é denominada perda
por espalhamento geométrico. No entanto, esta não é a única forma de atenuação do
sinal acústico no ambiente aquático uma vez que também ocorre redução na
intensidade do sinal através do espalhamento por partículas que se encontram na

44
coluna d’água, ou por absorção devido à viscosidade do meio e a reações químicas
geradas em íons como o sulfato de magnésio.
As perdas na intensidade do sinal devem ser compensadas quando se tem por
objetivo medir a intensidade de ecos retornando de refletores a diferentes distâncias
da fonte. Para isso é incorporado a função TVG (Time Varied Gain) ou ganho cronovariável
nas ecossondas. Esta função compensa a atenuação da intensidade acústica
sofrida ao longo do trajeto de ida e volta entre o transdutor e o alvo detectado.
Nominalmente o TVG possui o formato 40logR + 2αR quando se realiza estudos de
ecos individuais ou 20logR + 2αR quando utilizando eco-integradores, sendo R a
distância entre o transdutor e o alvo e o coeficiente de absorção α, expresso em dB
por quilômetro (Johannesson e Mitson 1983).
Para estudar a coluna d’água de maneira qualitativa e quantitativa, é necessário
primeiro definir uma unidade básica de volume dentro da qual será medida a
intensidade de energia. Estipula-se o volume amostral (V A ), de acordo com a
equação:
V A
=
( ψR
2
cτ
)
2
Embora a sonda possa ser configurada para captar dados a um intervalo de até 10
cm, sua acurácia não é inferior ao da metade do comprimento de pulso, visto que esta
é a distância vertical mínima que deve separar dois alvos para que eles sejam
discriminados, caso contrário a contribuição energética dos dois é medida como sendo
de um alvo só.
A intensidade (I) do som é definida como a quantidade de energia acústica que passa
por uma determinada área dentro de uma unidade de tempo. Esta medida é utilizada
para descrever pulsos longos ou contínuos, porém em pulsos mais curtos utiliza-se a
integral da energia transmitida durante o seu intervalo. Assim temos o fluxo de energia
por tempo (J) que é obtida através da integração de “I” e, com a integração de “J”
temos a energia total por unidade de área (E). Este método de quantificar a energia é
utilizado na técnica de eco-integração que será descrita mais adiante. Como os
valores encontrados podem cobrir um espectro grande, convencionou-se usar um
equivalente logarítmico da razão entre duas medições denominado decibel (dB).
O método de eco-integração foi introduzido por Dragesund e Olsen na década de 60,
sendo aperfeiçoado em meados da década de 70 (Thorne 1983, MacLennan e
Holliday 1996). Possui duas premissas principais: os alvos devem estar distribuídos

45
de maneira aleatória para refletir energia acústica de forma linear, ou seja, existe
igual probabilidade para qualquer diferença de fase entre os ecos, e a energia
acústica não pode sofrer extinção ou espalhamento múltiplo, efeitos que podem
ocorrer em cardumes muito densos (Foote 1983). Isto torna possível integrar a energia
captada mantendo a proporcionalidade com a biomassa. A medida que a embarcação
se desloca, os ecos recebidos dos V A são integrados verticalmente dentro de
camadas de integração pré-estabelecidas. Ao final de uma unidade de distância é
calculada a média aritmética dos valores integrados. A unidade de distância é
denominada ESDU (Elementary Sampling Distance Unit) e normalmente representa
uma milha náutica (Fig. 4).
Figura 4. Pulso acústico detectando porção de um cardume. A energia total refletida será ecointegrada.
A quantidade de energia integrada num V A é representada por “sv”, e quando
expressa em dB (10log(sv)) utiliza-se “S V ”. Em cruzeiros de eco-integração aplica-se
um valor de limiar de S V para diminuir o volume de dados captados, reduzindo a
porção correspondente ao ruído de reverberação. Assim, quaisquer contribuições de
Sv abaixo de um determinado valor não são acrescidas aos dados. Ao longo de uma
ESDU é obtido o valor médio de retroespalhamento por volume (MVBS - Mean Volume
Backscattering Strength), que é a média aritmética dos valores integrados
verticalmente. Este valor pode ser convertido de volume para área, obtendo-se o
parâmetro NASC (Nautical Área Scattering Coefficient) , que representa a soma das
seções acústicas transversais dos alvos detectados, e é medida em m 2 /mn 2 . A energia
obtida por área é integrada verticalmente e posteriormente é estimada a média
aritmética por mn 2 .

46
Para converter o valor de NASC à densidade numérica é necessário conhecer as
características de reflexão individual da espécie que está sendo detectada. Estas são
descritas através da equação do índice de reflexão acústica teórico (TS teórico ) que
relaciona, linearmente, o comprimento e/ou o peso dos indivíduos com um
determinado índice de reflexão (TS). Para obter o valor de TS de determinado
indivíduo é essencial que este esteja isolado num V A , fornecendo assim a intensidade
de energia refletida pela sua seção acústica transversal. O TS pode ser entendido
como a capacidade de um indivíduo refletir a energia que acústica que incide sobre si.
Figura 5. O índice de reflexão acústica é a expressão em dB da área da seção acústica
transversal de um alvo e é medido através da quantidade de energia acústica
retroespalhada (azul).
O parâmetro “TS” representa a quantidade de energia acústica refletida por um alvo
individual, sendo expressa em decibéis (dB) através da fórmula Erro! Indicador não
definido. TS = 10log(σ bs ). O “σ bs ” é a área, em metros quadrados, da seção
transversal responsável pelo retroespalhamento de energia acústica do alvo
detectado. Sua expressão matemática é representada por σ bs = R 2 *(I b /I i ), onde R é a
distância entre o transdutor e o alvo, enquanto I b e I i são a intensidade de energia
retroespalhada e incidente sobre o alvo, respectivamente. A função logarítmica
transforma os valores para dB e é introduzida para simplificar os valores a serem
trabalhados (MacLennan e Simmonds 1992) (Fig. 5).
É importante notar que as leituras de TS e a eco-integração são dois processos
independentes. Na EK500 existe o canal para dados via TVG 40logR (alvos isolados)
e via TVG 20logR (eco-integração). Um alvo isolado no volume amostral será
processado pelos dois canais, resultando num dado de TS e num dado de “sv”.
Enquanto o primeiro expressa a intensidade com que o alvo reflete energia, o segundo
expressa a “densidade” energética dentro do volume amostral (Fig. 6).

47
40logR
20logR
Figura 6. Alvos detectados isoladamente num volume amostral podem ser interpretados pelo
canal 40logR (esquerda) ou pelo canal 20logR (direita) na ecossonda EK500. No
primeiro caso temos o dado de TS e no segundo um valor de “sv” ecointegrado.
2. Ecossonda científica Simrad Ek500
A ecossonda científica EK500 representa uma mudança grande na concepção de
levantamentos hidroacústicos de recursos pesqueiros. Isto se dá principalmente pela
capacidade de aquisição digital dos dados e pela impressão de ecogramas coloridos
que ampliam significativamente a capacidade de diferenciar as concentrações
detectadas. Outra novidade é a possibilidade de armazenar os ecogramas em forma
digital, além da tradicional impressão em papel. Atualmente existem softwares para o
pós-processamento dos ecogramas digitais, o que permite simular o cruzeiro em
laboratório e analisar os dados sobre diferentes configurações de ganho ou de
camadas. Alguns exemplos de softwares são o Movies + e o EchoView.
Os dados de eco-integração, índice de reflexão acústica e fundo são armazenados em
mídia, automatizando este processo e facilitando o pós-processamento e análise. A
possibilidade de georeferenciamento dos dados, ou melhor dito, dos pulsos emitidos
permite uma análise espacial bem mais precisa dos dados. Para tanto é necessário
que a Sonda esteja conectada a Um GPS ou DGPS.
A ecossonda científica EK500 possibilita a divisão da coluna d’água em nove camadas
fixas, definidas antes do cruzeiro, e uma dinâmica denominada Super Layer que pode

48
ser reconfigurada durante o cruzeiro para observar estratos da coluna de interesse ao
operador. Esta camada permite visualizar os dados de maneira concomitante à sua
coleta, enquanto os dados das demais camadas são armazenados sem visualização.
A estratificação permite analisar a coluna d’água em maior detalhe.
As configurações da ecossonda são acessadas através dos menus que podem ser
visualizados no monitor. Algumas configurações são estabelecidas previamente e
mantidas durante o cruzeiro todo, como os ajustes da calibração, os limites das
camadas de integração, características do pulso, telegramas armazenados e outros.
Outras configurações devem ser alteradas ao longo do cruzeiro, como por exemplo, os
limites da super layer. A EK500 possui 16 menus principais que servem para
configurar a ecossonda, cada um com submenus que podem apresentar um terceiro
nível ainda. A estrutura de menus está representada abaixo de forma hierarquizada
para facilitar a compreensão da relação entre os diferentes itens a serem
configurados. É importante notar que alguns comandos devem ser alterados em mais
de um nível, como a escala que necessita ser alterada no display, na impressão e na
aquisição do ecograma digital via porta LAN.
2.1. Estrutura de menus
2.1.1. Operation menu
ping mode
ping auto start
ping interval
transmit power
noise margin
2.1.2. Display menu
color set
event marker
echogram speed
echogram
echogram #
transducer number
range
range start
auto range
bottom range

49
bottom range start
bottom range pres.
sub-bottom gain
presentation
TVG
scale lines
bot. det. line
trawl lines
layer lines
integration line
TS color minimum
Sv color minimum
2.1.3. Printer menu
Printer # (# = número da impressora)
model type
navigation interval
event marker
annotation
nautical mile marker
TS distribution
integrator table
echogram speed
echogram
echogram #
transd. number
range
range start
auto range
bottom range
bot. range start
bot. range pres.
sub. bottom gain
presentation
TVG
scale lines

50
bot. det. Line
trawl lines
layer lines
integration lines
TS color minimum
Sv color minimum
2.1.4. Transciever menu
transciever #
mode
transducer type
transducer sequence
transducer depth
absortion coef.
pulse length
bandwidth
max. power
2-way beam angle
Sv transd. gain
TS transd. Gain
angle sens. along.
angle sens. athw.
3 dB beamwidth along.
3 dB beamwidth athw.
alongship offset
athw. ship offset
2.1.5. Bottom detection menu
bottom detection - #
minimum depth
maximum depth
min-depth alarm
max-depth alarm
bottom lost alarm
mínimum level
2.1.6. Log menu
mode

51
ping interval
time interval
dist. interval
distance
Nm pulse rate
2.1.7. Layer menu
super layer
layer # (1 a 10)
type
range
range start
margin
Sv threshold
No. of sublayers
2.1.8. TS detection menu
TS detection #
min. value
min. echo length
max. echo length
max. gain comp.
max. phase dev.
2.1.9. Ethernet communication menu
telegram menu
remote control
sample range
status
parameter
annotation
navigation
sound velocity
motion sensor
depth
depth NMEA
echogram
echo-trace
Sv

52
sample angle
sample power
sample Sv
sample TS
vessel log
layer
integrator
TS distribution
towed fish
UDP port menu
status
parameter
annotation
navigation
sound velocity
motion sensor
depth
depth NMEA
echogram
echo-trace
Sv
sample angle
sample power
sample Sv
sample TS
vessel log
layer
integrator
TS distribution
towed fish
echogram - # menu
range
range start
auto range
bottom range
bot. range start
no. of main val.

53
no. of bot. val.
TVG
local ETH addr.
local IP addr.
remote ETH addr.
remote IP addr.
2.1.10. Serial communication menu
telegram menu
format
modem control
remote control
status
parameter
annotation
navigation
sound velocity
motion sensor
depth
depth NMEA
echogram
echo-trace
Sv
vessel-log
layer
integrator
TS distribution
Towed fish
usart menu
baudrate
bits per char.
stop bits
parity
echogram - # menu
range
range start
auto start

54
bottom range
bot. range start
no. of main val.
no. of bot. val.
TVG
2.1.11. Annotation menu
event counter
counter mode
time interval
baudrate
bits per char
stop bits
parity
2.1.12. Navigation menu
navig. input
start sequence
separation char
stop character
first field no.
no. of fields
speed input
manual speed
NMEA transfer
baudrate
bits per char
stop bits
parity
2.1.13. Sound velocity menu
profile type
depth upper
depth lower
velocity min.
velocity max.
change profile
load profile
baudrate

55
bits per char.
stop bits
parity
2.1.14. Motion sensor menu
heave
roll
pitch
Td - # Ath. offset
Td - # Alo. offset
2.1.15. Utility menu
beeper
status messages
RD display
FIFO output
date
time
password
default settings
language
2.1.16. Test menu
analog input
pulse input
ethernet
transceiver
message
version
counter
scope
serial port
simrad
Abaixo podem ser acessadas informações e explicações para as funções destacadas
na lista acima. Estão selecionadas as principais utilizadas pelo operador da EK500
durante uma varredura acústica. De qualquer forma, a compreensão destes tópicos se
dá mediante o conhecimento da teoria básica e da manipulação da ecossonda em si,

56
sendo a leitura deste guia por si só uma introdução ao sistema. A auto-suficiência
operacional será atingida com o uso freqüente do equipamento.
3. Operation menu
3.1. Ping mode
Define o regime em que opera a transmissão de pulsos acústicos pela sonda quando a
mesma está ligada e o transceiver está ativado.
off > o equipamento fica desligado na função Off, nesta posição o transdutor não emite
pulso.
normal > nesta posição a emissão de pulsos se dá normalmente de acordo com o
tempo da ecossonda.
External Trigger > utilizado quando a sonda emite pulsos a partir do comando de um
terceiro aparelho que define a cadência de envio de pulsos.
3.2. Ping interval
Define o intervalo entre um pulso e outro podendo variar de 0.0 a 20.0 segundos.
Normalmente a sonda está configurada em 0.0 s, o que faz com que o pulso seja
emitido com a maior freqüência possível, isto é, sendo somente atrasado pelo tempo
necessário a propagação do som na coluna d’água na profundidade de trabalho e pelo
processamento dos dados captados.
4. Display menu
4.1. Echogram speed
Define a velocidade de formação do ecograma. Na velocidade de 1:1 cada pulso
emitido é visualizado no display, na velocidade 1:2 existe um registro a cada dois
pulsos, na velocidade 1:3, um registro a cada três pulsos. Isto só influencia o display,
não afetando a aquisição de dados em outros níveis.
4.2. Echogram
Define qual (is) ecograma(s) será(ão) apresentado(s) no display, mesmo ocorrendo
coleta de dados em mais de uma freqüência não é necessário visualizar todas as
freqüências no monitor. As opções de visualização são: 1, 2, 1&2, 3, 1&3, 2&3, 1&2&3
4.3. Echogram #
Seleciona o ecograma e abre o sub-menu para configura-lo.

57
transducer number: determina o transdutor ao qual corresponderá o ecograma.
range: define a escala em que vai ser exibido o ecograma no display. As opções são:
1 m, 5 m, 10 m, 15 m, 25 m, 50 m, 100 m, 150 m, 250 m, 500 m, 750 m, 1.000 m,
1.500 m, 2.500 m, 5.000 m, 10.000 m.
range start: define a profundidade inicial a partir da qual será exibido o ecograma,
somando-se a partir desta a profundidade de escala (range). As opções variam de 0,0
a 10000,0 metros em passos de 1 metro.
auto range: ajusta o início da escala de profundidade automaticamente para que
numa mesma escala de operação o fundo sempre seja visualizado. Quando esta
opção está ligada o range start é anulado.
bottom range: regula a escala de visualização do ecograma de fundo, variando de 0 a
100 metros em passos de 1 metro.
bottom range start: varia de –100 m a +100 m em passos de 1 metro. Define o início
da visualização do ecograma de fundo. O valor configurado é dado em relação ao
fundo, com números positivos representando distâncias acima do fundo e números
negativos representando distâncias abaixo do fundo. Assim, se o bottom range está
configurado para 25 metros e o bottom range upper configurado para +20 metros, o
ecograma de fundo mostrará 20 metros acima do fundo e cinco metros abaixo do
fundo.
bottom range presentation: define a posição em que será exibido o ecograma de
fundo no display. As opções são: Off, Upper (superior), Lower (inferior) ou Bottom
(imediatamente após o fundo detectado).
sub. bottom gain: regula a apresentação dos ecos de sub-superfície. Quando
configurado para 0,5 dB/m um ganho de 0,5 dB é acrescentado para cada metro
abaixo do fundo detectado de maneira a compensar as perdas por absorção no fundo.
Presentation: define a forma de representação do fundo detectado. Pode ser
NORMAL onde o fundo é registrado conforme o eco recebido continuamente pelo
transdutor; WHITE LINE deixa uma linha branca entre o fundo detectado e o último
eco recebido da coluna d’água, facilitando a diferenciação de organismos e fundo;
CONTOUR mantém a representação do fundo somente como uma linha, sem mostrar
os ecos de sub-superfície.
TVG: define o algoritmo de TVG a ser empregado para visualizar os registros. 20logR
fornece o ecograma de Sv, enquanto 40logR apresenta as leituras de TS.

58
scale lines: permite ao operador entrar com um número de linhas de escala
eqüidistantes para facilitar a leitura do ecograma no display. Os valores vão de 0 a 250
em passos de 1.
bott. detection line: introduz uma linha artificial para representar o fundo detectado.
Branca ou preta para o transceiver 1, vermelho para o transceiver 2 e verde para o
transceiver 3.
layer lines: o operador pode incluir ou não no ecograma do display, linhas que
representam as camada de integração configuradas no layer menu.
integration line: a integração da energia na Super Layer é plotada como um
“integrama”. O valor configurado nesta opção define a variação de NASC englobada
no limite vertical do ecograma. Assim, se for configurado o valor 10.000, o integrama
partirá da porção inferior do ecograma em direção a porção superior, que representará
um acumulo total de 10.000 m 2 /mn 2 .
TS color minimum: Define o limite inferior da escala de cores (cinza) em relação ao
TS. Se, por exemplo, o TVG para o display estiver em 40logR, o TS minimum value
estiver em –65 dB e o TS color minimum estiver em –60 dB, todas as leituras de TS
detectadas entre –65,0 e –60,1 dB não serão visíveis no display, embora os dados
esteja sendo armazenado.
Sv color minimum: limite inferior da escala de cores (cinza) para o Sv. Se este
parâmetro estiver configurado para –70 dB, o menor valor visualizado no display será
–70 dB, mesmo com os dados sendo adquiridos num limiar inferior.
5. Printer menu
5.1. Printer #
Seleciona qual impressora será configurada (1, 2 ou 3)
model type: seleciona o modelo de impressora ligada à ecossonda. Existem dois
modelos: PaintJet e DeskJet da HP.
navigation interval: define o número de telegramas de navegação entradas na sonda
por página de ecograma impressa. Por exemplo, se a sonda recebe 1 telegrama de
navegação por segundo, definir o navigation interval para 120 retornará uma
impressão de dados de navegação (posição geográfica) no ecograma a cada dois
minutos.

59
nautical mile marker: quando ligado imprime um linha vertical com um número
indicando o vessel log atual (distância percorrida).
TS distribution: quando ligado imprime no ecograma uma tabela da distribuição de
freqüência relativa de TS a cada ESDU navegada. Pode ser determinado o ecograma
em que vai ser impressa (1, 2, 3 ou uma combinação destes).
integrator tables: quando ligado imprime no ecograma as tabelas com os valores de
NASC por camada, a cada ESDU. Pode ser determinado o ecograma em que vai ser
impressa (1, 2, 3 ou uma combinação destes).
echogram speed: define a velocidade de formação do ecograma. Na velocidade de
1:1 cada pulso emitido é impresso, na velocidade 1:2 existe uma impressão a cada
dois pulsos, na velocidade 1:3, uma impressão a cada três pulsos. Esta função é
análoga ao echogram speed do display, mas é importante notar que os comandos são
independentes, ou seja, o que está configurado no display não está automaticamente
configurado na impressão.
echogram: define qual ecograma será impresso na impressora. Pode ser o ecograma
do transceiver 1, 2, 3 ou uma combinação.
echogram #: permite selecionar qual ecograma será configurado para a impressora.
As configurações permitidas são análogas aquelas para o Display Manu/echogram #.
Novamente é importante esclarecer que as configurações do display menu e da printer
menu, embora análogas, são totalmente independentes. Este ponto merece atenção
no transcorrer do cruzeiro, principalmente no que diz respeito a mudança de escala
(range).
6. Transceiver menu
6.1. Transceiver #
Seleciona o transciever a ser configurado
mode: o canal de transceiver deve ser ativado (ACTIVE) para iniciar a entrada de
dados. Na posição PASSIVE, embora o transceiver esteja operando normalmente, o
transmissor fica desabilitado e no modo TEST o transmissor fica desabilitado.
transducer depth: permite informar à sonda a profundidade de instalação do
transdutor em relação à superfície.
pulse length: o operador poderá escolher entre três comprimentos de pulso: curto,
médio e longo. Estes estão determinados de acordo com a duração do pulso (τ). Para

60
o transdutor de 38 kHz, 0.3µs, 1.0µs e 3.0µs são as durações para curto, médio e
longo respectivamente, enquanto no transceiver de 120 kHz as durações são 0.1µs,
0.3µs e 1.0µs.
bandwidth: determina a largura de banda a ser captada, ou seja, a variação da
frequência efetiva a ser captada. Poderá ser estreita (NARROW), larga (WIDE) ou
automaticamente selecionada. No transciever de 38 kHz a largura de banda, em kHz,
pode ser 0.38 ou 3.8 para estreita e larga respectivamente, enquanto no transceiver de
120 kHz, estas larguras serão 1.2 e 12.0 respectivamente. No modo AUTO a largura
de banda será definida de acordo com a configuração de pulse length. As
combinações serão as seguintes: estreito para uma duração longa e Largo para
durações curtas e médias.
7. Bottom detection menu
bottom detection #: seleciona o transceiver a ser configurado quanto a detecção do
fundo.
minimum depth: define a profundidade mínima para funcionamento do algoritmo de
identificação do fundo.
maximum depth: define a profundidade máxima para funcionamento do algoritmo de
identificação do fundo.
min-depth alarm: aciona alarme quando a profundidade registrada é inferior à
determinada nesta opção.
max-depth alarm: aciona alarme quando a profundidade registrada é superior à
determinada nesta opção.
bottom lost alarm: aciona alarme quando o fundo não é detectado (perdido).
minimum level: define o nível mínimo de detecção de fundo em dB.
8. Log menu
Neste menu é possível definir o intervalo (ESDU) dentro do qual serão calculados os
parâmetros TS e NASC.
mode: define o modo como será medido um ESDU. Este pode ser por número de
pulsos emitidos, intervalo de tempo ou pela velocidade definida no Navegation Menu.

61
Pode-se ainda configurar a opção Nm Pulse que requer a entrada de 10 ou 200
pulsos/mn de um sistema de log externo, informado numa opção abaixo.
ping interval: determina o número de pings que irão compor uma ESDU. Opera
quando for selecionada a opção Ping no menu mode.
time interval: determina o tempo em segundos que irá durar uma ESDU. Opera
quando for selecionada a opção Time no menu mode.
Distance interval: determina o intervalo de distância em décimos de milha náutica
que irá compor uma ESDU. Opera quando for selecionada a opção Speed do menu
mode.
distance: configura o odômetro interno (contador de log). A contagem é mostrada na
porção inferior do campo do Log Menu.
Nm pulse rate: informa a razão de pulsos enviados por unidade externa de contagem
de log. Pode ser de 200 pulso/mn ou 10 pulsos/mn.
9. Layer menu
super layer: define-se aqui qual das 10 camadas configuráveis irá corresponder à
super layer. Associadas à esta camada existem as seguintes funções visíveis no
display: histograma de distribuição de freqüência de TS; janela de comportamento de
alvo; integrama no display e impressora; dado de Sv na porta FIFO (não apresentada
neste manual); SCOPE no display e impressora. Estas funções são anuladas quando
a SL está configurada como camada 0. Os limites da super layer são representados no
display e na impressão por duas linhas vermelhas.
layer #: configura os limites e tipo de integração das camadas 1 a 10.
type: aqui as camadas de integração são “desligadas” ou configuradas para integrar
em relação à superfície (surface - requer detecção do fundo para integração e
medidas de TS), em relação ao fundo (bottom - a camada acompanha o relevo do
fundo) ou pelágica (pelagic – limites ocorrem em relação à superfície mas não requer
detecção do fundo).
range: define a espessura da camada em passos de 10cm. Deve possuir pelo menos
dois intervalos de amostra.
range start: define a profundidade inicial da camada de integração. Este limite pode
ser definido em relação à superfície (valores positivos abaixo da superfície) ou em
relação ao fundo (valores positivos em relação ao fundo).

62
margin: esta opção permite interromper a integração a uma distância determinada do
fundo (em camadas de superfície) ou a uma distância do transdutor (em camadas de
fundo). Em camadas pelágicas esta função é ignorada.
Sv threshold: define o limiar inferior para a aquisição de dados de integração.
No. of sublayers: permite dividir a camada em até 50 subcamadas eqüidistantes.
Serão fornecidos dados de NASC para cada sub-camada ao final de cada ESDU. Não
são fornecidos dados de Sv por pulso para cada subcamada.
10. TS detection menu
TS detection - # menu: acessa as configurações dos diferentes transceivers.
min. value: define o limite inferior para a aquisição de dados de TS.
11. Ethernet communication menu
telegram menu: com exceção dos itens remote control e sample range, lista os
telegramas que podem ser enviados via porta de comunicação ethernet. Cada item
deste menu pode ser configurado em off ou on dependendo da informação que se
pretende armazenar. Em função do volume de informação, por vezes é necessário
sacrificar alguns telegramas em detrimento de outros mais relevantes para os
objetivos do cruzeiro.
remote control: permite ao sistema interpretar (on) ou ignorar (off) telegramas de
sistemas externos de controle remoto.
navigation: quando ligado permite aquisição dos telegramas de navegação via porta
ethernet (LAN).
depth: quando ligado permite aquisição dos telegramas de profundidade via porta
ethernet (LAN) para os diferentes transceivers.
echogram: quando ligado permite aquisição dos telegramas de ecograma via porta
ethernet (LAN) para ser usado por softwares de pos-processamento. Podem ser
selecionados os transceivers.
echo-trace: quando ligado permite aquisição dos telegramas de TS via porta ethernet
(LAN). Podem ser selecionados os transceivers.
Sv: quando ligado permite aquisição dos telegramas de Sv por pulso por camada via
porta ethernet (LAN). Podem ser selecionados os transceivers.

63
vessel log: quando ligado permite aquisição dos telegramas de vessel-log via porta
ethernet (LAN).
layer: quando ligado permite aquisição dos telegramas de configuração de camadas
via porta ethernet (LAN).
integrator: quando ligado permite aquisição dos telegramas de integração por ESDU
(Sa) via porta ethernet (LAN). Podem ser selecionados os transceivers.
UDP port menu: permite informar a porta de destino para cada telegrama enviado via
ethernet.
echogram - # menu: permite configurar os ecogramas dos diferentes transceivers
para a porta ethernet. Neste ponto é importante relembrar que estas configurações
são análogas àquelas apresentadas para o display e para a printer, mas como naquele
caso, os comandos aqui também são independentes. Normalmente durante o cruzeiro
é necessário alterar a escala (range) em que se visualiza o ecograma. Isto precisa ser
efetuado em todos os menus onde houver aquisição de dados de ecograma
(normalmente display, printer, ethernet e serial). As funções mais importantes podem
ser vistas nas explicações do menu display menu/echogram - #.
12. Serial communication menu
telegram menu: com exceção dos itens format, modem control e remote control, lista
os telegramas que podem ser enviados via porta de comunicação serial. Cada item
deste menu pode ser configurado em off ou on dependendo da informação que se
pretende armazenar. Em função do volume de informação, por vezes é necessário
sacrificar alguns telegramas em detrimento de outros mais relevantes para os
objetivos do cruzeiro.
format: permite escolher o formato em que serão enviados os dados via porta serial.
As opções são ASCII e binário.
echogram - # menu: seleciona o ecograma para o qual se deseja estabelecer
configurações. A descrição dos itens configuráveis encontra-se na seção echogram - #
do Display Menu.
13. Portas de comunicação
A EK500 possui duas portas para output de dados. Uma porta serial do tipo RS232, e
outra de rede local, a Porta LAN (Local Area Network), que funciona através de

64
entradas ethernet. Neste manual somente será apresentada em maior detalhe a Porta
Serial, com a finalidade de auxiliar a interpretação dos dados enviados em formato
ASCII para a unidade de armazenamento.
13.1. Porta serial (RS232 – ASCII)
Através desta porta são enviados os denominados telegramas de dados. Estes
telegramas possuem algumas características em comum. As principais são:
- O identificador, composto de dois caracteres, e.g. LL, VL, A#, E#, GL, onde “#”
é um número de 1 a 3 que identifica qual dos três transcivers enviou os dados;
- Os campos de informação dos telegramas são separados por vírgulas;
- Todos os telegramas possuem, após o identificador, um dado de horário no
formato hora, minuto, segundo e centésimo de segundo (e.g. 10024311).
Os telegramas podem ser de entrada ou de saída. Neste manual nos concentraremos
nos telegramas de dados, que são os de saída. Eles podem ser de três tipos:
1 – Telegramas Asincrônicos;
2 – Telegrama de Pulso (Ping-based);
3 – Telegrama de Log (Odômetro – Log-based);
13.1.1.Telegramas asincrônicos (PR, PE, CS, GL, ST)
Estes telegramas são enviados de maneira independente da transmissão de pulsos ou
da distância percorrida. São basicamente telegramas que retornam parâmetros
requisitados ou alterados pelo operador, indicam sobrecarga de informação no sistema
ou a posição da embarcação de acordo com a taxa de funcionamento do GPS.
PR: Parameter Request > é retornado quando o operador envia um telegrama
requisitando um parâmetro (telegrama de entrada). Possui as seguintes informações:
identificador (PR), horário, “path” do parâmetro, parâmetro requisitado.
ex: PR,10024311,/ OPERATION MENU/,Ping Mode=Normal
PE: Parameter Entered > registra a entrada de um parâmetro devido à comando
manual efetuado por operação do menu. Possui as seguintes informações:
identificador (PE), horário, “path” do parâmetro, parâmetro entrado.
ex: PE,10024723,/OPERATION MENU/,Ping Interval=1.3sec
CS: Comment String > registra a entrada de um string de comentário (via porta serial 2
ou telegrama de entrada). Possui as seguintes informações: identificador (CS), horário,
comentário entrado.
ex: CS,10031142, medidas de TS feitas durante o cruzeiro TESTE 1

65
GL: Geografic Location > contém dados de latitude e longitude. Possui as seguintes
informações: identificador (GL), horário, latitude (grau, minuto, centésimo de minuto),
hemisfério, longitude (grau, minuto, centésimo de minuto), hemisfério.
ex: GL,10031522,2835.24,S,4551.35,W
ST: Status Telegram > registra erros, sobrecargas do sistema e alarmes. Possui as
seguintes informações: identificador (ST), horário, mensagem.
ex: ST,10041148,Ping-interval warning.
13.1.2. Telegrama de pulso (Ping-based)
Estes telegramas são enviados para a unidade de armazenamento a cada pulso
emitido pela ecossonda. Retornam dados de TS, Sv, Profundidade e movimentos da
embarcação.
D#: Depth > retorna a profundidade e a intensidade do eco do fundo (BSBS – bottom
surface backscattering strength). Possui as seguintes informações: identificador (D#),
horário, profundidade em metros, BSBS em dB.
ex: D1,10024331,74.42,-18
MS: Motion Sensor > retorna as medidas dos sensores de movimento. Para tanto os
sensores necessitam estar instalados na embarcação. Possui as seguintes
informações: identificador (MS), horário, queda livre (metro), balanço (volt), caturro
(volt).
ex: MS,10024331,-1.23,0.0,0.0
E#: Echotrace > retorna dados relativos às leituras de TS. Possui as seguintes
informações: identificador (E#), horário, número de leituras efetuadas, profundidade da
leitura, TS corrigido, TS não corrigido, ângulo de detecção proa-popa, ângulo de
detecção bombordo-boreste.
ex: E1,10024331,3 32.41,-41.6,-43.2,-2.3,3.4
S#: Mean Sv > retorna o valor de Sv médio por pulso para cada camada de integração
configurada. Possui as seguintes informações: identificador (S#), horário, número de
camadas de integração ativadas (1 a 10), identificador de camada, Sv médio por pulso
na camada em dB,
ex: S1,10024331,3
1,-87.5,30.00
2,-56.3,28.72
3,-61.6,20.00

66
Q#: contém dados relativos ao ecograma que serão lidos por softwares de pósprocessamento.
Possui as seguintes informações: identificador (Q#), horário, TVG
utilizado, profundidade em metros, profundidade inicial em metros, profundidade final
em metros, número de valores de ecograma, profundidade inicial para o ecograma de
fundo em metros, profundidade final para o ecograma de fundo em metros, número de
valores do ecograma de fundo, dados de ecograma em dB.
ex: Q1, 10024331,0,74.42, 0.0, 100.0, 250, 10.0, -5.0, 75,valores.
13.1.3. Telegrama de log (Odômetro – Log-based)
Estes telegramas são enviados a cada vez que se conclui um ESDU ou regularmente
durante um ESDU. Apresentam dados relativos ao ESDU recém navegado como
configurações de camada, além dos dados processados de ecointegração e TS.
VL: Vessel Log > este telegrama pode ser enviado 200 vezes ou 10 vezes a cada
ESDU navegado. Fornece uma atualização na distância navegada. Possui as
seguintes informações: identificador (VL), horário, data (ano, mês, dia), distância
atualizada.
ex: VL, 10030741, 960523, 1834.015
LL: Layer Settings > é enviado ao Final de um ESDU e contém as configurações
atualizadas das camadas de integração utilizadas. Possui as seguintes informações:
identificador (LL), horário, data (ano, mês, dia), distância percorrida em milhas
náuticas, camada relativa à super layer, número de camadas ativas, número da
camada, tipo de integração (S – superfície, P – pelágica, B – fundo), limite superior da
camada em metros, limite inferior da camada em metros, distância de margem em
metros, número de subcamadas, valor de limiar de Sv utilizado na camada.
ex: LL, 10031124,960523,1835.000,1,3
1,S, 10.0, 40.0,1.0, 3, -80.0
2,S, 40.0, 70.0,1.0, 4, -80.0
3,B, 20.0, 0.0,5.0, 2, -80.0
A#: Integrator Table > retorna os valores de Sa calculados para cada camada de
integração e subcamadas, para a ESDU recém navegada. Possui as seguintes
informações: identificador (A#), horário, data (ano, mês, dia), Sa da subcamada 1 da
primeira camada (m 2 /mn 2 ), Sa da subcamada 2 da primeira camada (m 2 /mn 2 ), Sa da
subcamada 3 da primeira camda (m 2 /mn 2 ), Sa da subcamada 1 da segunda camada
(m 2 /mn 2 ), e assim por diante.
ex: A1, 10031124,960523
31, 32, 72

67
121, 37E-2, 15E-1, 11
27E-1, 145
H#: TS Distribution Table > retorna a distribuição de freqüência relativa de TS em cada
camada da ESDU recém navegada. Esta distribuição se apresenta em 24 classes de
1,5 dB, cobrindo um total de 36 dB a partir do TS mínimum determinado no TS
Detection Menu. Possui as seguintes informações: identificador (H#), horário, data
(ano, mês, dia), TS mínimo configurado, número total de ecos individuais detectados
na primeira camada, 24 campos com a distribuição de freqüência relativa do TS para a
primeira camada, número total de ecos individuais detectados na segunda camada, 24
campos com a distribuição de freqüência relativa do TS para a segunda camada e
assim por diante.
ex: H1, 10033128, 960523, -50.0
818, 38,38,17,6,1,0,0,0,0,0,0,0,0,0,0,0,0,0,0,0,0,0,0,0
73, 0,0,0,0,4,4,11,16,14,10,4,18,10,3,3,3,0,1,0,0,0,0,0,0
88, 0,0,0,0,3,3,9,16,11,9,5,18,12,6,2,2,1,1,0,0,0,0,0
13.1.4. Ecograma
1 – representação da superfície;
2 – limite superior da super layer (linha vermelha);
3 – registro de organismos;
4 – limite de camada de integração (linha preta sólida);
5 – limite inferior da super layer (linha vermelha);
6 – limite da camada de integração (linha preta sólida);
7 – linha de escala (linha pontilhada);
8 – representação do fundo;
9 – contagem de milhas (log);
10 – posição geográfica (latitude, longitude);
11 – data e hora;
12 - escala empregada na visualização do ecograma;
13 – integrama;
14 – número do transceiver e Sv color mínimum configurado.

68
14. Referências bibliográficas
Foote, K. G. (1980). Averaging of fish target strength functions. J. Acoust. Soc. Am., 67(2) 504-
515.
Johannesson, K. A, & R. B Mitson. (1983). Fisheries acoustics: a practical manual for aquatic
biomass estimation. FAO Fish. Tech. Paper, 240: 249 p.
Maclennan, D. N. & E. J simmond. (1992). Fisheries Acoustics. Chapman & Hall. Fish and
Fisheries Series 5.
Thorne, R. E.. (1983). Hydroacoustics. In: J. Nielsen & D. Johnson (Eds.) Fisheries Techniques:
239-259
Maclennan, D. N. & D. V. Holliday, (1996). Fisheries and plankton acoustics: past, present and
future. ICES, J. Mar. Sci., 53: 513-516.

69
V. Organismos Planctônicos
Danilo Calazans & José Henrique Muelbert
1. Definição
O Plâncton (do Grego Πλανκτοξ = errante) é constituído de organismos que estão na
coluna d’água e que não possuem poder de locomoção suficiente para evitar o
transporte passivo pelas massas de água. Por este motivo sua distribuição é
controlada por processos físicos como corrente, maré, vento e turbulência. Os animais
que constituem o plâncton são conhecidos como Zooplâncton, plantas como
Fitoplâncton, as bactérias e algas cianobactérias como Bacterioplâncton, e os vírus
aquáticos como Virioplâncton. Em sua grande maioria os organismos planctônicos são
muito pequenos (de alguns micrômetros a 5 mm de comprimento) embora alguns
possam chegar a ter mais de 20 cm de comprimento como as medusas. Alguns
organismos com boa capacidade de locomoção tais como eufausiáceos, misidáceos,
larvas de peixes e de crustáceos, também pertencem ao plâncton. Embora sem muita
locomoção horizontal algumas destas espécies podem deslocar-se verticalmente
algumas centenas de metros entre o dia e a noite (comportamento denominado de
migração nictimeral). É importante mencionar que na prática não existe um limite
rígido entre o que pode ser definido como um organismo planctônico ou nectônico.
Lulas, peixes pequenos e camarões pelágicos com comprimento total maior do que 20
mm podem ser definidos como organismos micronectônicos, mas também podem ser
tratados como metaplanctônicos.
2. Classificação dos organismos planctônicos
Os organismos planctônicos podem ser classificados de várias maneiras como, por
exemplo, em relação ao seu tamanho ou em função dos aspectos ecológicos como o
seu hábitat, sua distribuição vertical ou seu ciclo de vida.
2.1. Classificação por tamanho
Os organismos planctônicos podem ser classificados em vários grupos ao ser levado
em conta o seu tamanho. Embora seja artificial por estar baseada no tamanho, esta
classificação tem um importante significado para determinar a melhor abertura de
malha a ser utilizada no equipamento coletor para a captura de um determinado grupo
de organismos.

70
Dussart (1965) propôs as seguintes categorias de tamanho para classificar os
organismos planctônicos levando em consideração os organismos que passam ou não
através de uma rede com malha muito fina de 20 µm. Desta forma ele dividiu o
plâncton em 5 categorias: 1) Ultrananoplâncton (2000 µm). Nibakken (1993) dividiu os organismos planctônicos em 7 categorias
levando em conta a coleta com redes de abertura de malha de 200 µm e o aumento
do conhecimento nos estudos dos vírus e das bactérias marinhas: 1) Fentoplâncton
(0,02-0,2 µm); 2) Picoplâncton (0,2-2 µm); 3) Nanoplâncton (2-20 µm); 4)
Microplâncton (20-200 µm); 5) Mesoplâncton (0,2-20 mm); 6) Macroplâncton (2-20 cm)
e 7) Megaplâncton (20 a 200 cm). A tabela 1 lista as categorias propostas por
Nybakken (1993) e seus principais grupos de organismos.
Tabela 1. Classificação de categorias de organismos planctônicos por classe de tamanho.
(adaptado de Nibakken, 1993)
Classe de tamanho Tamanho Principais grupos de organismos
1.Fentoplâncton 0,02-0,2 µm Virus
2.Picoplâncton 0,2-2 µm Bacterias, Cianobacterias
3.Nanoplâncton 2-20 µm Protistas (Fungos, Ciliados, Flagelados, Feofíceas,
Clorofíceas),
4.Microplâncton 20-200 µm Diatomáceas, Dinoflagelados, Foraminíferos, Larva
Náuplio de crustáceos
5.Mesoplâncton 0,2-20 mm Copépodos, Cladóceros e Larvas Zoé e Megalopa de
Crustáceos, de Moluscos, de Equinodermos, de Peixes
6.Macroplâncton 2-20 cm Eufauciáceos, Misidáceos, Chaetognatos, Larvas de Peixe
e de Lagostas
7.Megaplâncton 20 a 200 cm Cifomedusas e Pyrosomata
*As categorias 1 a 3 são coletadas preferencialmente com garrafas, 4 a 7 preferencialmente com redes
2.2. Classificação por aspectos ecológicos
Os organismos planctônicos podem também ser agrupados segundo aspectos
naturais e ecológicos tais como:
2.2.1. Hábitat
Em função do seu hábitat eles podem ser classificados como:
1) Haliplâncton, que são os organismos planctônicos marinhos, incluindo os
oceânicos, os neríticos e estuarinos;
2) Limnoplâncton que são os organismos planctônicos de águas continentais.

71
2.2.2. Distribuição vertical
Em função de sua distribuição vertical os organismos planctônicos podem ser
classificados como:
1) Pleuston os que vivem na superfície do oceano, com parte de seu corpo projetado
para fora da superfície. São transportados mais pelo vento do que pelas correntes. Ex.
Velella sp. (Hydrozoa);
2) Neuston os que vivem nos primeiros centímetros da camada superficial dos
oceanos;
3) Plâncton Epipelágico os que vivem até 300 m da coluna da água durante o dia;
4) Plâncton Mesopelágico os que vivem entre profundidade de 300 a 1000 m durante o
dia;
5) Plâncton Batipelágico os que vivem entre 1000 e 4000 m;
6) Plâncton Abissopelágico os que vivem entre 4000 e 6000 m;
7) Plâncton Hadopelágico os que vivem em profundidades superiores a 6000 m;
8) Plâncton Epibentônico os que vivem perto ou temporariamente em contato do
fundo.
2.2.3. Ciclo de vida
É possível classificar os organismos segundo a duração de sua existência planctônica
durante seu ciclo de vida como:
1) Holoplâncton são os organismos que vivem permanentemente como planctônicos,
por exemplo, copépodos, eufauciáceos, chaetoganatos, pterópodos e os crustáceos
decápodos do gênero Lucifer;
2) Meroplâncton são os organismos que vivem parte de sua vida como planctônicos,
por exemplo, larvas de invertebrados bentônicos como: moluscos, equinodermos,
poliqueta, crustáceos decápodos bentônicos, e ovos e larvas de peixes.
3. Adaptações à vida pelágica
Existe uma grande diversidade de formas planctônicas, mas é possível distinguir
algumas características comuns destes organismos principalmente em relação à
pigmentação e as suas dimensões. Ao contrário dos organismos bentônicos e
nectônicos, os plantônicos são pouco pigmentados, em sua maioria até transparentes
e com tamanho que dificilmente ultrapassa poucos milímetros no caso de organismos
zooplanctônicos e de dezenas ou poucas centenas de micrômetros no caso do
fitoplâncton.

72
Os organismos planctônicos (Fig. 1) desenvolveram diversos processos que resultam
numa melhor adaptação à vida na coluna d’água. Entre estes processos podem ser
citados: 1) elementos de sustentação do corpo (em geral exoesqueletos) menos
densos; 2) composição química específica; 3) tecidos com maior quantidade de água e
com substâncias gelatinosas; 4) presença de gotas de gordura; 5) presença de
espinhos e cerdas e; 6) desenvolvimento de apêndices flutuadores.
Figura 1. Exemplo de organismos planctônicos. A, Espinhos em Asterionellopsis glacialis; B,
Exoesqueleto em Diatomus sp.; C, Substâncias gelatinosas em Palau stingless; D,
Gotas de gordura em Megalopa de Neograpsus altimanus; E, Espinhos em Sergestes
sp.; F, Apêndices flutuadores em Veliger de Gastropoda. (Fonte: A, Jan Rines; B, Lab.
Zooplancton FURG; C, Graeme; D, Danilo Calazans; E e F, imagequest 3D.com).
Com o auxílio de um aparelho de vídeo ou simplesmente mergulhando é possível
observar a difícil tarefa de capturar adequadamente organismos com sentido de
natação e que tendem a formar agrupamentos (Fig. 2).

73
Figura 2. Distribuição de organismos planctônicos na coluna d’água.
4. Amostragem do plâncton
Amostras planctônicas (Fig. 3) através de um equipamento coletor, principalmente
rede, são feitas desde 1828 quando Thompson utilizou uma rede para coletar larvas
de crustáceos e de cracas.
Figura 3. Trajeto de uma rede planctônica.
O grande número de amostradores desenvolvidos para estudos de organismos
planctônicos se deve a vários fatores, mas o principal é que nenhum equipamento

74
pode ser considerado ideal para a coleta de todos os tipos de organismos
planctônicos, presentes em uma massa de água. Considere-se, por exemplo, o fato de
que poucos litros de água, coletados podem ser suficientes para obter-se uma amostra
representativa de fitoplâncton e que muitos metros cúbicos de água filtrada ainda não
seriam suficientes para um bom resultado em se tratando de organismos
megaplanctônicos para a mesma área estudada. Atualmente são utilizadas para
coletar organismos planctônicos redes, bombas de sucção, garrafas e equipamentos
ópticos para observação in loco.
A estimativa precisa da abundância de organismos planctônicos em uma região
demanda muito tempo, e pessoas envolvidas no processo de coleta e observação das
amostras. Mesmo assim, apesar dos recursos necessários, é difícil saber se as
decisões tomadas sobre os procedimentos de coletas e de análises permitem o
conhecimento preciso sobre uma população e comunidade planctônica. Desta forma, é
importante fazer um programa de amostragem para maximizar o tempo e os recursos
gastos para completar as coletas, e minimizar os problemas causados pelos
equipamentos e pelas análises das amostras.
O conteúdo informativo de uma amostra é medido pela exatidão ou precisão, definidos
de acordo com a observação da composição ou abundância das espécies existentes
no meio natural. A exatidão reflete as características verdadeiras da população e da
comunidade pelo aumento da quantidade de informações alcançadas por
procedimentos amostrais bem elaborados. Por outro lado a precisão é definida como
uma medida de dispersão ao redor de uma abundância ou composição média.
Portanto, não implica numa descrição verdadeira das características da população e
da comunidade estudada, através das amostras e das análises realizadas. Por este
motivo os conceitos são distintos e não devem ser confundidos.
Nas primeiras tentativas de interpretação de estudos quantitativos a análise dos dados
estava baseada nas leis básicas da estatística segundo Omori & Ikeda (1984): 1) a
coleta não deve ser seletiva; 2) deve ser feita ao acaso e; 3) as coletas devem ser
consideradas independentes entre si. Estes princípios são praticamente impossíveis
de serem controlados em estudos com organismos planctônicos pelos vários fatores
externos que influenciam a coleta. Entre as principais razões uma é que nenhum dos
coletores serve para todos os organismos planctônicos sendo então necessário
selecionar um amostrador. Outra importante razão é que as coletas de organismos
planctônicos são feitas em um ambiente dinâmico como é, por exemplo, uma região
marinha costeira ou um estuário; e, por um meio móvel como é uma embarcação. A
combinação destes fatores viola as 3 regras básicas mencionadas acima, e dificulta a

75
análise dos dados. Para evitar qualquer tipo de interferência seria necessário realizar
todas as coletas previstas simultaneamente o que é impossível. Desta forma se torna
fácil entender que nos estudos com organismos planctônicos existem erros
sistemáticos independentes da estratégia de amostragem utilizada. Estes erros são
menos sentidos quando uma grande área ou então vários anos são estudados em que
os acontecimentos ecológicos dominantes podem ser reconhecidos facilmente. Por
outro lado estes erros são mais sentidos em áreas menores ou por um período menor
de tempo onde os acontecimentos ecológicos são mais variáveis mascarando os
resultados.
4.1. Desenho amostral
O desenho amostral é tão importante quanto à análise e as técnicas usadas no
laboratório e precisa ser planejado com muita atenção. As etapas listadas abaixo
devem ser levadas em consideração: 1) propósito do estudo; 2) tipo de organismo e as
suas características biológicas; 3) características físicas do local de estudo, como
velocidade de corrente e relevo de fundo; 4) tipo de embarcação; 5) tipo de coletor
mais apropriado; 6) tipo de coleta; 7) freqüência de amostra e; 8) número de amostra.
Também é preciso assumir que o volume de água amostrado representa todo o
volume da área pesquisada. Ao assumir isto várias amostras de um volume limitado
serão necessárias para estimar a abundância e composição de uma espécie em
particular ou um grupo de espécies de toda uma área pode ser considerado.
4.2. Amostra qualitativa
Realizada para estudar o número de espécies de uma região, suas distribuições e
flutuações sazonais. É importante selecionar áreas em que amostras possam ser
realizadas durante todo o ano sempre utilizando a mesma metodologia e onde os
fatores ambientais do meio sejam já bem conhecidos. Quando se deseja coletar o
maior número possível de espécies de certa região, talvez se faça necessário o uso de
uma grande variedade de aparatos de coleta. Para coletar organismos que tendem a
uma distribuição agrupada ou que ocorram muito raramente, talvez seja necessário
aumentar o volume de água filtrada por coleta.
4.3. Amostra quantitativa
Realizada para estudar o número ou a abundância de organismos que vivem em um
determinado lugar em certo intervalo de tempo. Numerosas variações de abundância
ocorrem em um amplo espectro de escalas espaciais e temporais no plâncton.

76
Algumas variações podem ser devidas a processos biológicos como o crescimento, a
reprodução, a morte ou a migração nas populações, e outras podem estar
relacionadas a processos físicos de mistura ou transporte. A estimativa da abundância
pode variar também devido a problemas amostrais como o escape ou a distribuição
agrupada (heterogeneidade espacial em densidade e composição) da comunidade
planctônica. A influência dos ritmos diários e de maré nesta variação pode significar
um problema quando da interpretação dos dados de plâncton provenientes de
amostras feitas em intervalos regulares de um dia ou mais longo e um vício pode ser
gerado. Por exemplo, quando efeitos de maré e/ou lunares são importantes, amostras
regulares mensais podem perder eventos biológicos importantes causados pelos
ritmos de maré/lunar.
5. Equipamento de coleta
O sucesso de amostragem é dependente da estratégia, da seleção do equipamento
coletor, do tamanho de malha utilizada, e do tempo de coleta. O equipamento deve ser
utilizado levando-se em consideração os objetivos da investigação.
A captura de organismos planctônicos em ambientes aquáticos envolve, de uma
maneira geral, quatro procedimentos: 1) coleta por meio de garrafas; 2) sucção
através de bombas; 3) filtragem por redes e; 4) observação através de equipamentos
ópticos.
5.1. Garrafa
Amostrador utilizado principalmente para coletar organismos muito pequenos ou com
pouca mobilidade. É mais utilizado para estudos do Fento, Pico, Nano e
Microplâncton. Uma garrafa deve ser de preferência de material não tóxico como
policloreto de vinila (PVC), polietileno de alta densidade (PEAD), acrílico ou polimetilmetacrilato
(PMMA), teflon ou politetrafluoretileno (PTFE) para não contaminar a
amostra. A capacidade do volume coletado depende da dimensão da garrafa podendo
variar de 1 até 30 litros. Garrafa com capacidade de 5 ou 10 litros são as mais
comuns. ´Pode ser classificada em aberta e fechada.
5.1.1. Garrafa aberta
É descida aberta até a profundidade desejada, e depois fechada, através de um
mensageiro.

77
Garrafa dos tipos Niskin (Fig. 4A), Van Dorn (Fig. 4B) ou Kammerer (Fig. 4C), são as
mais utilizadas para coleta tanto em superfície como em profundidade. Em geral estas
garrafas são compostas por um cilindro com ambas as extremidades abertas,
normalmente feitas de PVC. Estas garrafas têm capacidade que varia de 1,7 a 20
litros. As tampas dos seus extremos são ligadas por uma mangueira em geral de látex
bem esticada que passa pelo cilindro. Para coletar a mostra estas tampas são presas
do lado de fora do cilindro por fios de náilon enganchados num liberador permitindo a
livre passagem da água pelo cilindro. Através de um mensageiro lançado contra o
liberador, as tampas fecham as extremidades coletando uma porção de água da
profundidade desejada, de acordo com sua capacidade. O plâncton coletado, por ser
muito pequeno, é concentrado por sedimentação, centrifugação ou fina filtração.
Figura 4. Garrafa de coleta de água. A, Niskin; B, Van Dorn e C, Kammerer. (Fonte: Danilo
Calazans).
5.1.2. Garrafa fechada
Este tipo de garrafa “Go-Flow” é descida fechada até a profundidade desejada e só
então um mecanismo abre a garrafa para a coleta d’água. Outro mecanismo fecha a
garrafa após um determinado tempo. Evita-se, desta forma, a contaminação com água
de níveis superiores.

78
É possível colocar várias garrafas abertas em série conseguindo, desta forma,
amostrar várias profundidades simultaneamente, quando o 1º mensageiro é libertado à
superfície, fecha a 1ª garrafa, e aciona um mecanismo que faz libertar o 2º mensageiro
que vai fechar a 2º garrafa e assim sucessivamente.
O uso de garrafa tem as seguintes vantagens:
1) Normalmente é pequena e de fácil manuseio;
2) Conhecimento exato da quantidade de água filtrada;
3) Coleta não seletiva capturando todos os organismos planctônicos existentes no
volume de água amostrado;
4) Coleta de amostras isoladas, e não integrando toda ou uma porção da coluna de
água
5) Não danifica os organismos coletados;
6) Não existe problema de colmatação;
7) Possibilidade de recolha simultânea de amostras para análise de parâmetros físicoquímicos;
8) Possibilidade de operar vários coletores num mesmo momento.
A garrafa apresenta as seguintes desvantagens:
1) O baixo tamanho amostral;
2) Organismos maiores escapam;
3) Organismos em densidades muito pequenas não são recolhidos em número
significativo pelas garrafas de 5-10 litros, para estudos de abundância total;
4) Garrafa de maior volume são muito pesadas e pouco manuseáveis, sobretudo de
embarcações pequenas
Material
Planilha de Coleta
Garrafa
Mensageiro
Lastro de 15 kg
Balde de 20 L
Frasco Coletor
Reagentes
Protocolo de amostragem para uma Garrafa tipo Niskin (Fig. 5).
Parar embarcação

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Escolher uma profundidade
Preencher planilha de coleta com dados da estação
Verificar se o suspiro da garrafa está fechado
Armar a Garrafa (Obs. cuidado para não agarrar a garrafa posicionando os dedos
entre a abertura da garrafa e as válvulas de fechamento)
Prender firme a garrafa no cabo do guincho a uma distância de 1,5 a 2 metros do
lastro
Baixar a garrafa até a profundidade desejada
Lançar mensageiro
Verificar o fechamento da garrafa tocando o cabo.
Içar a garrafa até a superfície
Trazer a garrafa para o convés da embarcação
Abrir o suspiro da garrafa
Despejar a água em um balde ou frasco coletor
Fechar novamente o suspiro
Armar novamente a garrafa
Baixar a garrafa até a próxima profundidade desejada.
Figura 5. Esquema de montagem de uma Garrafa tipo Niskin. A, Aberta; B, Fechada
Quando a coleta estiver sendo feita deve-se evitar ao máximo qualquer ordem de
distúrbio na água para prevenir reações de fuga dos organismos planctônicos.

80
Se o cabo em que a garrafa está presa não permanece na vertical, devido ao
deslocamento da embarcação, pode ser necessário recorrer à determinação indireta
da profundidade para ajuste da correta profundidade. A coleta com garrafa é mais
utilizada em zonas rasas, particularmente em estuários e lagoas calmas. Entretanto, o
uso de garrafas montadas em rosetas é comumente utilizado em regiões oceânicas.
5.2. Bomba de sucção
A captura de organismos planctônicos por bombeamento é conhecida desde 1887
quando Hensen utilizou uma bomba manual movida a vapor, com capacidade de 30
L/min. para suas coletas (Aron, 1958).
Em uma retrospectiva sobre os sistemas de bombas como coletores de organismos
planctônicos, Powlik et al (1991) relatam que o sistema de bombeamento na coleta é
restringido pela potência do equipamento e pelas forças físicas e biológicas que
podem reduzir a performance do equipamento a níveis críticos. Neste caso a eficiência
da captura é o resultado entre a capacidade e as restrições de coleta.
Solemdal & Ellertsen (1984) listaram considerações para amostrar larvas de peixes
usando o sistema de bomba que pode ser generalizado para todos os organismos
planctônicos. As considerações são as seguintes:
1) Tamanho da bomba/filtro deve corresponder ao tamanho dos organismos que estão
sendo amostrados;
2) Taxa de fluxo deve fornecer uma amostra de volume adequado num período de
tempo adequado;
3) Os organismos coletadas devem estar em boas condições;
4) Impedir escape de organismos das proximidades da boca da mangueira e;
5) Ser fácil de operar independente das condições do tempo ou da superfície do mar.
No sistema de bomba externa situada no convés da embarcação, um obstáculo a ser
superado é o início do bombeamento já que a bomba está acima do nível da
superfície, enquanto que a ponta da mangueira está abaixo do nível da superfície. A
dificuldade é causada pela resistência devido à fricção da mangueira e a altura que a
água tem que percorrer até passar pela bomba e ser descarregada. Uma solução é
sempre encher a mangueira com água e baixá-la o mais rápido possível. Outra
alternativa é utilizar uma pequena bomba a vácuo a prova de água submersa próxima
do terminal da mangueira.

81
A potência requerida para operar a bomba é dependente do diâmetro da mangueira,
da capacidade de vazão e da profundidade de amostragem. As bombas são utilizadas
para coleta de nano, micro e mesoplancton.
As vantagens são:
1) Conhecimento exato da profundidade de coleta, quando a embarcação está parada;
2) Coleta simultânea de amostra de plâncton e dados ambientais;
3) Volume de água conhecido;
4) Separação dos organismos por tamanho, com a utilização de telas de tamanho
variável.
5) Controle direto do aparelho, se não funcionar o problema é detectado rapidamente;
As desvantagens são:
1) Pouco volume de água filtrada;
2) Espécies podem ser danificadas;
3) Dificuldade de coleta em maiores profundidades;
4) São difíceis de manobrar com barco em andamento;
5) Permitem escape de animais maiores;
6) Sistema complexo.
Independente da categoria, o sistema é composto basicamente por uma bomba de
sucção, mangueiras flexíveis de entrada e de saída de água e um recipiente com tela
para filtrar a água. Miller & Judkins (1981) dividiram os sistemas de bombas em duas
categorias: 1) externa situada no convés da embarcação (Fig. 6A) e; 2) submersa
próxima do terminal da mangueira (Fig. 6B).
5.2.1. Bomba externa
É mais utilizada para amostragem em locais de baixa profundidade ou então para
amostrar até uma profundidade não maior do que 10 metros da superfície. Neste
sistema a bomba para a sucção é geralmente do tipo centrífuga operada por um motor
elétrico ou a gasolina. Quanto maior a potência do motor maior será o seu poder de
sucção podendo uma profundidade maior ser amostrada. A mangueira de sucção deve
ter no mínimo 5 cm de diâmetro e um comprimento não inferior a máxima
profundidade que se queira amostrar. A mangueira deve estar presa a um cabo de aço
de 3 ou 4 mm de um guincho manual, com um lastro de aproximadamente 15 kg na
sua extremidade. Um medidor de vazão de água pode ser colocado na mangueira de
saída de água para cálculo do volume de cada amostra.

82
Figura 6. Esquema de utilização de uma bomba de sucção. A, Externa; B, Submersa. 1.Bomba
de sucção; 2. Sugador; 3. Mangueira; 4. Filtrador, 5. Medidor de Fluxo.(adaptado de
Omori & Ikeda, 1984).
5.2.2. Bomba Submersa
Este sistema requer uma bomba à prova d’água e não tem limitação de profundidade
de coleta. As mangueiras deste sistema preferencialmente devem ser secionáveis
para tornar seu uso mais fácil.
5.2.3. Bomba com coletor múltiplo
Yamazi (1960) desenvolveu um sistema de bomba submergível montada em um aro
circular em forma de bacia. O fluxo de água é direcionado a um disco achatado onde
estão presos de 16 a 24 pequenos coletores. Um mecanismo dentado roda este disco
permitindo a mudança das redes para o caminho do fluxo. Este sistema tem sensor de
temperatura e de luz. Beers et al (1967) desenvolveram um sistema mais simples em

83
que a saída d'água passa por um complexo de peneiras similares ao utilizado por
geólogos para separar o sedimento por tamanho granulométrico. Neste caso o número
de bacias pode ser variável, mas sempre a de cima tem que ter malha maior do que a
de baixo. Este sistema pode separar já na hora da coleta os organismos por tamanho.
Material necessário
Bomba Centrífuga de no mínimo 1 HP elétrica trifásica ou a gasolina
Dois pedaços de Mangueira de 5 cm
Recipiente com tela com malha
Material de apoio
Medidor de volume de água
Guincho manual com cabo de 3 ou 4 mm
Polia odométrica para cabo de 4 mm
Lastro
Protocolo de amostragem
Parar a embarcação
Preencher planilha
Selecionar profundidade de coleta
Encher de água a mangueira de entrada
Posicionar boca de entrada de água na água
Ligar a bomba
Esperar que a água passe por algum tempo (30 segundos) pela mangueira de saída
Posicionar a boca da mangueira na profundidade desejada
Colocar mangueira de saída antes do aparato com tela filtrante, e de acordo com a
estratégia:
1. Sem Medidor de Volume
Marcar o tempo de filtração
Desligar a bomba ao terminar tempo de coleta estabelecido
2. Com medidor de volume
Ver número inicial do marcador
Desligar a bomba quando volume estabelecido for alcançado
Filtragem
O passo final do processo de amostragem com sistema de bomba é a saída da água
passando por um sistema de filtragem. A água que sai pelo final da mangueira de

84
saída de água deve ser filtrada por uma malha de acordo com o tamanho do
organismo objeto do estudo ou então pode passar por uma série de redes com malhas
de tamanhos diferentes o que possibilita a separação dos organismos por tamanho no
momento da filtragem.
5.3. Rede coletora
Müller (1844) utilizou uma pequena rede cônica com um corpo de malha muito fina
fixada num aro para coleta de organismos aquáticos muito pequenos. Desta forma
estava inventada uma rede cônica para coletar organismos planctônicos. Esta
descoberta proporcionou o estudo de um novo e, até então, pouco explorado grupo de
organismos. Embora a forma desta rede cônica simples seja usada como um padrão
de amostragem até hoje, vários outros tipos de redes de uso mais específicos foram
desenvolvidos sempre baseados no princípio de filtração da coluna d'água com três
características básicas.
1) Abertura (boca) em geral rígida na porção anterior por onde entra a água durante o
trajeto feito delimitada por um aro que dá forma à rede. Existem três tipos de estrutura:
a) a circular (Fig. 7A); b) a quadrada ou retangular e; c) a pentagonal.
2) Corpo (Fig. 7B) que é o elemento principal da rede sendo composta de uma malha
filtrante em geral fina e pode variar em comprimento de acordo com a espessura da
malha utilizada.
3) Coletor (Fig. 7C) tipo copo que é onde fica depositada a amostra coletada. É fixado
no extremo posterior em um encaixe preso à rede através de abraçadeiras.
Figura 7. Esquema de uma rede coletora Cilindro cônica. A, abertura circular; B, corpo; C,
coletor tipo copo.
O tamanho de abertura de malha do corpo de uma rede é a principal decisão a ser
tomada ainda durante o desenho amostral já que ela irá determinar quais organismos
serão coletados. O tamanho de abertura de malha varia de 20µm a 500µm. O símbolo
“µm” significa micrômetro que é 1/1000 de um milímetro.
As redes são os coletores mais utilizados para micro, meso e macroplâncton, podendo
variar em forma e tamanho e serem específicas para um determinado fim, mas como

85
já foi dito anteriormente para a escolha correta do aparato de coleta deve-se levar em
consideração vários fatores tais como: propósito do estudo, características biológicas
e ecológicas dos organismos, geografia da área de estudo, tipo de embarcação, etc.
As redes são também mais utilizadas para coletas em que se necessita uma grande
quantidade de água filtrada e, como resultado, uma amostra representativa dos
organismos em um determinado volume. As redes servem tanto para amostras
qualitativas como para quantitativas.
Certos problemas estão associados com a utilização das redes como coletores, tais
como: a fuga da rede por organismos maiores, a perda ou fuga de organismos
menores através da malha, e o entupimento da malha causando variação na eficiência
de filtração durante o arrasto. A eficiência de filtração varia para diferentes tipos de
redes, do tipo de organismos presentes na região e também com a velocidade com
que se arrasta a rede. No caso de uma amostra quantitativa, filtrar um grande volume
de água pode diminuir o efeito da raridade ou do agrupamento de organismos o que
em pequeno volume seria quase impossível de acontecer. Em outras palavras pela
amostragem com rede podemos medir a densidade média (geralmente subestimada
por causa do escape) de organismos presentes numa certa área significativa, não
sendo possível ter o conhecimento da abundância ou distribuição em áreas muito
pequenas.
As vantagens das redes são:
1) Filtração rápida de grande volume de água;
2) Probabilidade de captura de espécies mais raras;
3) Dependendo da malha do corpo utilizado, ela pode ser bem seletiva capturando
apenas os organismos alvo do estudo.
As desvantagens são:
1) Colmatação da rede o que altera a sua eficiência;
2) Contaminação por misturar organismos estranhos a camada de água preferencial
quando a rede é içada;
3) Extrusão que é a fuga de organismos menores pela abertura de malha escolhida
devido a velocidade de coleta;
4) Evitamento que é a fuga de organismos maiores ou devido a baixa velocidade de
arrasto;
5) Dificuldade de amostrar estratos específicos;
6) Não detecta a distribuição agrupada dos organismos em pequena escala

86
5.3.1. Tamanho de rede ideal
Já é conhecido que não existe rede ou coletor ideal para todos os organismos
planctônicos. Por este motivo é muito importante levar em consideração alguns
elementos como: 1) variação de tamanho do organismo ou organismos alvos; 2)
concentração dos organismos da área de estudo; 3) duração dos arrastos e; 4)
porosidade da malha. A malha da rede deve ser muito bem escolhida e por isto
merece um destaque especial.
5.3.2. Malha de rede
As malhas multifilamento de seda foram muito usadas na construção das redes no
passado, mas por serem caras e se deteriorarem muito facilmente em contacto com
água salgada elas foram sendo substituídas pelas malhas monofilamento de poliéster
ou preferencialmente poliamida (náilon) por serem mais fortes quando estão sendo
arrastadas. A resistência e a porosidade da malha estão relacionadas com o diâmetro
do fio e abertura do poro. As melhores malhas para coletar organismos planctônicos
devem ser incolores, duráveis, com fios finos, alta porosidade e que não deformem ao
sofrerem a pressão do arrasto. As malhas estão padronizadas a partir de 1989 pelo
ISO 9354 ou DIN 16611. Para compreender as especificações da malha é necessário
definir os seguintes termos:
1) Abertura de Malha (w): é a distância entre os fios contíguos da trama;
2) Número de Fios (n): é a quantidade de fios por cm;
3) Diâmetro do Fio (d): é a espessura do fio antes de ser tecido;
4) Superfície livre: é a quantidade em percentagem de todas as aberturas de malhas
em relação à superfície total do tecido. É calculada a partir dos valores médios
correspondentes às aberturas de malha e às larguras efetivas do fio.
α₀ = w² x 100/(w+d²)
d(µm) = (10000/n) – w
Figura 8. Malhas de Poliamida (Náilon) em mícra: A, 20; B, 140; C, 200; D, 300 e E, 500.
As características principais das malhas de Poliamida (Náilon) monofilamento
disponíveis para serem utilizadas estão especificadas na tabela 2. Como exemplo é
possível citar três fornecedores no Brasil que vendem telas para fabricação das redes.

87
Tabela 2. Características das malhas monofilamento de Poliamida (PA) (náilon) mais usadas
nas redes para coleta de organismos planctônicos.
Abertura de Malha Número de fios Diâmetro do fio Superficie Livre Código do Tecido do Fornecedor
(µm)
(±n/in)
(µm)
(%)
1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3
22 25 21 420 450 508 39 30 30 13 19 17 165 HD 30 W TW 21 TW
38 40 40 330 350 330 39 35 38 25 27 26 130 HD 130-35 W PW 40 TW
90 88 90 156 150 158 70 70 70 32 29 30 61 HD 61-70 W PW 90 PW
140 141 140 115 110 110 83 90 90 40 36 36 45 HD 43-90 W PW 140 PW
200 210 215 76 100 74 145 120 140 34 40 46 30 HD 30-120 W PW 215 PW
300 330 300 54 50 58 200 220 140 36 35 46 21 HD 18-220 W PW 300 PW
500 521 500 30 50 30 300 220 300 39 39 38 12 HD 12-300 W PW 500 PW
Fornecedores no Brasil. 1, Tegape; 2, Sefar Latino America Ltda.; 3, Cemyc. HD, Alta Densidade; W, Transparente;
PW, Armação Tela; TW, Armação Sarja
Uma rede de malha muito fina em geral entope (colmata) prejudicando a sua
capacidade de filtração. Por este motivo é aconselhável não utilizar redes de malhas
inferiores a 100 µm em mar aberto e de 200 µm em ambientes costeiros. As redes
também podem perder organismos por extrusão, isto é, organismos menores ou pouco
maiores do que a abertura da malha que ao serem pressionados passam pela
abertura da malha e não são capturados. Organismos de 320 µm de comprimento
serão coletados por uma rede de 200 µm, mas podem não ser por uma rede de 300
µm. Na prática é recomendável utilizar uma rede com abertura de malha 75% menor
do que o tamanho do organismo alvo. Redes pequenas de 20 µm e 40 µm são usadas
para coletas superficiais qualitativas de fitoplâncton. Estas coletas são feitas no
convés com o barco parado.
Para capturar, por exemplo, organismos que tenham entre 250 e 350 µm de tamanho
numa área medianamente rica em material em suspensão uma rede cilindro cônica
com aro de 60 cm (diâmetro de boca) deve ter o seguinte comprimento:
Escolha da abertura da malha que, neste caso, deve ser de 200 µm (Fig. 8C) que
equivale ao menor tamanho apresentado pelo organismo. A porosidade da malha (β) é
geralmente dada pelo fabricante, que suponhamos seja 0,40 (40%), a boca da rede é
60 cm (r 1 =0,30 m), o diâmetro do recipiente coletor é 12 cm (r 2 =0,06m) e a relação de
superfície filtrante é 8 (R = 8).
Com estes dados conhecidos é possível calcular a superfície total da rede e o
comprimento (altura) da parte cilíndrica anterior e cônica posterior. A cilíndrica deve
ter, por exemplo, 3/8 da superfície filtrante total (a) e a cônica os 5/8 restantes.
De acordo com a relação exposta anteriormente:
R = β(x)a/A
Onde a área é calculada por:
2
a = R(x)A/β, mas A = π(x)r 1 , logo
a = R(x)π(x)r1 2 /β, que neste caso é

88
a = 8(x)3,1416(x)0,30 2 /0,40 = 5,65 m 2 que é a superfície total do corpo da rede
Três oitavos desta superfície total é a parte cilíndrica anterior, ou seja, a 1 = 2,12 m
e seu comprimento (altura) (h
a1 = 2π(x)r 1 (x) h 1 , então h 1 = a 1 /2π (x) r
1
) será:
h1 = 2,12 / 2(x)3,1416(x)0,30 = 1,00 m
1
2
Cinco oitavos da superfície total é a parte cônica posterior, ou seja, a 2 = 3,53 m
a2 = π (r 1 +r 2 )(x)[h 2 2 + (r 1 -r 2 ) 2 ]
E seu comprimento (h
2
) será:
1/2
h2 = [ a 2 2 / π 2 (r 1 +r 2 ) - (r 1 -r 2 ) 2 ] 1/2 então
h2 = [ 3,53 2 / 3,1416 2 (x)(0,30 + 0,06) – (0,30 – 0,06) 2 ]
h2 = 2,04 m
1/2
2
Portanto para satisfazer os requisitos, a porção cilíndrica da rede deve ter 1 m e a
cônica 2,04 m de comprimento. Redes de comprimento muito grande podem ser
incômodas para operar a bordo. A realização de um lance mais breve, ou o uso de tela
de maior porosidade ou, o menor diâmetro da boca permite reduzir a relação de
superfície filtrante (R) e, em conseqüência o comprimento da rede.
É possível comprar redes prontas no Brasil (ver, como exemplo de fornecedores, os
sites da Milan Equipamentos Científicos, Lunus Comércio e Representação e Okeanus
Ltda. Representações de Equipamentros Oceanográficos). Basta saber qual é a
melhor para contemplar o objetivo do estudo. As redes prontas são em geral
importadas e de custo elevado. As redes mais convencionais, como as cônicas e as
cilindro cônicas, são fáceis de serem confeccionadas.
5.3.3. Fazendo uma rede ciclindro cônica
Para uma rede de fechamento com malha de 200 µm, diâmetro da boca de 60 cm e
comprimento da parte cilíndrica de 100 cm e a cônica de 204 cm com coletor de 12 cm
de diâmetro então é possível construir a rede seguindo os seguintes passos:
5.3.3.1. Aro
O aro (Fig. 7A) é a boca da rede feita de aço-inoxidável ou de ferro galvanizado (que
deve ser pintado com zarcão) de 3/8” de espessura. Para o diâmetro de 60 cm é
necessário uma vara de 188 cm (para os outro diâmetros padrões de 30 cm, 50 cm e
100 cm são necessários 94 cm, 157 cm e 314 cm de vara respectivamente). O aro

89
deve ter três anéis distribuídos de forma eqüidistante de onde saem três cabos 6 mm
que serão unidos ao cabo de reboque por manilha reta e destorcedor.
Material de consumo
188 cm vara maciça 3/8” de aço-inoxidável ou de ferro galvanizado
3 elos de corrente de 3/8” do mesmo material
3 manilhas 3/8”
Procedimento de construção numa serralheria
Encurvar a vara até ficar com um aro de exatos 60 cm de diâmetro interno
Soldar
Cortar ao meio os três elos de corrente
Soldar os elos ao aro de forma eqüidistante, ou seja, a cada 63 cm do círculo
5.3.3.2. Corpo da rede
A malha filtrante é o elemento de maior importância da rede. Em geral a malha para a
rede é náilon monofilamento importada, mas fácil de ser encontrada em fornecedores
já citados no Brasil.
Material de consumo
600 centímetros de tela de náilon de 200 µm
200 centímetros de lona encerada locomotiva de 180 centímetros de largura
Linha de costura de náilon Setanil 40 (para lona) e 60 (para malha)
600 centímetros de fita de náilon gorgurão de 25 mm de espessura
20 ilhoses de latão n° 0
6 argolas de latão de 23 mm
3 manilhas 3/8”
Procedimento de construção feito numa correaria
Para o corpo da rede, fazer um molde com a porção inicial (cilíndrica) de 63 cm de
largura e 100 cm de comprimento e uma porção cônica com comprimento de 204 cm
terminando com 13 cm de largura.(Fig. 7B)
Deixar mais 2 cm além das medidas do molde da rede em todo o contorno para a
costura que deve ser feita.
Cortar 3 partes da tela de náilon de acordo com o molde
Emendar as partes utilizando a linha de costura zig-zag
Não costurar as duas últimas partes (as partes ficam abertas)
Cortar 192 (188+4) x 22 (10+10+1+1) cm da lona para a boca da rede

90
Cortar 192 (188+4) x 12 (10+2) cm da lona para tira de fechamento
Cortar 15 (11+4) x 22 (10+10+1+1) cm da lona para porção final da rede
Prender as argolas na tira de fechamento usando um pedaço de lona como suporte
Costurar a tira de fechamento de 10 cm de largura nas 3 partes da rede
Deixar cerca de 4 cm livres no final de uma das partes da rede para arrematar a
costura quando fechar totalmente a rede.
Fechar totalmente a rede unindo as partes
Na porção menor, a do coletor, colocar a lona dobrada e costurar
Na porção maior, correspondente a boca da rede, colocar a lona por cima da rede a
aproximadamente 8 cm da borda da rede e costurar
Passar a lona para o lado de dentro da boca da rede
Costurar novamente as duas dobras da lona (a de fora e a de dentro)
Colocar os ilhóses distantes de 8 a 10 cm um do outro e a aproximadamente 1 cm da
borda da lona da rede
5.3.3.3. Coletor
O coletor (Fig. 7C) é constituído de um copo e um encaixe que prende o copo na rede.
O coletor mais usado é de material rígido em geral PVC de 70 ou 110 mm de
diâmetro. A capacidade do copo deve ser de 300 a 500 mL. O copo deve ter duas
janelas laterais para liberar o excesso de água. O coletor tipo bolsa de malha possui a
vantagem de permitir passagem da água por toda a sua superfície, mas é incômodo
de manusear e pode danificar os organismos coletados. Para coleta de fitoplâncton
não é necessário um copo propriamente dito, mas um coletor com torneira na
extremidade, para facilitar a transferência da amostra para o recipiente de
armazenagem. Um problema apresentado por este tipo de coletor é que
freqüentemente ele entope, principalmente quando na área de coleta são encontrados
organismos gelatinosos.
Material de consumo para um coletor de PVC de 110 mm de diâmetro
260 mm de cano hidráulico de 110 mm de diâmetro externo
1 cap hidráulico de 110 mm de diâmetro interno (para o fundo do copo)
1 luva hidráulica de 110 mm de diâmetro interno (para o encaixe do copo à rede)
1 tubo pequeno de cola para cano hidráulico
1 abraçadeira de aço inoxidável de 15 mm de largura e diâmetro 114-133mm
2 parafusos de aço inoxidável tamanho 35 mm e diâmetro 3/16”
2 borboletas de aço inoxidável para o parafuso
Cola tipo Araldite 24 horas (a de secagem rápida não serve)

91
Procedimento num serralheiro ou funileiro
Os passos devem ser seguidos nesta ordem para facilitar a confecção do copo:
Abrir no cano de 260 mm, duas janelas eqüidistantes de aproximadamente 60x90 mm
a uma altura de aproximadamente 80 mm do fundo para permitir a saída da água
pelas laterais do coletor
Fazer dois furos eqüidistantes acima da janela a 20 mm do extremo
Passar os parafusos com a cabeça de dentro para fora. Eles podem ser atarraxados
ou colados
Usinar o cap para diminuir o tamanho e peso
Encaixe do copo (Luva hidráulica de 110 mm de diâmetro interno)
Usinar a junção, para diminuir o diâmetro externo e peso, deixando uma pequena
elevação numa das extremidades para fixação da abraçadeira. A outra extremidade
deve ser lisa
Na extremidade lisa abrir duas frisas de 7 mm de largura em L virado, eqüidistantes e
opostos para o encaixe dos parafusos
Procedimento para colar a tela nas janelas do copo e terminar o coletor
Cortar dois pedaços de 80x110 mm da mesma tela de malha do corpo da rede
Passar cola em 1,5 a 2 cm no entorno interno das janelas
Depositar o pedaço de tela sobre a cola com auxílio de uma pinça
Esticar a tela o máximo possível
Deixar secar bem
Passar cola PVC na parte externa do cano
Passar cola PVC na parte interna do cap
Empurrar o cano contra o cap até chegar ao fundo
5.3.4. Montagem da rede (Fig. 9)
Material
1 corpo da rede com 60 cm de boca e 304 cm de comprimento
1 aro de 60 cm
1 encaixe do copo
1 copo coletor com borboletas
3 manilhas retas de 3/8”
2 manilhas retas de ½” para fixar o destorcedor ao cabo de reboque na rede.
1 Destorcedor de ½”
4 cabos de aço inoxidável 4 mm, com 1 metro cada e com laços nas extremidades

92
10 m de cabo de náilon seda trançado de 4 ou 6 mm
1 abraçadeira inoxidável de 15 mm de largura e diâmetro de 114-133mm
1 fluxômetro (optativo)
1 profundímetro (optativo)
1 lastro (optativo para trajetos de superfície, obrigatório para os de fundo)
Figura 9. Componentes de uma rede coletora de plâncton. 1, corpo da rede; 2, aro; 3, coletor;
4, encaixe do coletor; 5, manilhas retas de 3/8”; 6, manilhas retas de ½”; 7,
destorcedor; 8, cabos de aço; 9, cabo de náilon seda trançado; 10, abraçadeira de aço
inox; 11, fluxômetro; 12, profundimetro, 13, lastros.

93
Procedimento de montar a rede
Abrir o corpo da rede ao redor do aro
Passar o cabo de náilon seda em zigue-zague pelos ilhoses e o aro
Apertar bem o corpo da rede contra o aro e dar um nó
Cortar o excesso de cabo de naylon
Introduzir o encaixe do copo coletor na porção final da rede
Prender com abraçadeira
Inserir o copo nas frisas do encaixe e girá-lo
Apertar firme as borboletas
Passar os três cabos de aço nos elos da rede
Prender os 3 cabos numa manilha reta de ½” (13 mm)
Passar manilha no destorcedor conectado ao cabo de reboque.
Colocar lastro (opcional) na manilha de ½” do cabo de reboque
5.3.5. Tipos de redes
As redes foram desenvolvidas, como uma solução na tentativa de melhorar o
conhecimento sobre a biologia, abundância, distribuição e dispersão dos organismos
planctônicos. Os tipos de redes podem ser divididas em: 1) sem mecanismo de
abertura e fechamento; 2) com mecanismo de abertura e fechamento 3) de alta
velocidade.
5.3.5.1. Redes simples
O modelo mais simples é composto de uma abertura (boca) rígida por onde entra a
água, de uma malha filtrante e de um recipiente coletor. Este modelo possui várias
formas sendo as mais comuns as de boca arredondada cônica (Fig. 10A); cilindrocônica
(Fig. 10B) ou cônica com boca reduzida (Fig. 10C). Algumas redes são
quadradas ou ainda pentagonais e não são com abertura rígida. São arrastadas a uma
velocidade de 1 a 2 nós e por tempo não superior a 5 minutos.
Existem vários modelos de redes muito semelhantes entre si. A maioria leva o nome
do autor que a idealizou. As especificações das mais utilizadas serão descritas em
detalhe seguindo as características dadas pelos autores que as descreveram.
Alterações em tamanho de abertura, da malha e do coletor podem ser feitas de acordo
com as necessidades e objetivos da coleta.

94
Figura 10. Formas de redes mais comuns arredondada A, Cônica; B, Cilindro cônica e C,
Cônica com boca reduzida. (adaptado de Omori & Ikeda, 1984).
5.3.5.1.1. Cônica
CalCoFI
A mais simples das redes utilizada para arrastos horizontais em qualquer tipo de
ambiente aquático. Seu nome vem do programa California Cooperative Fisheries
Investigation. Desenvolvida por Ahlstrom (1948) com abertura de 100 cm de diâmetro,
500 cm de comprimento e malha de 330 µm (Fig. 11A). Uma variação muito utilizada
tem abertura de boca com aros de 50 ou 60 cm, comprimento de 180 cm ou 250 cm e
malha de 200 ou 330 µm. O coletor pode ser de 70 mm ou 110 mm de diâmetro.

95
Figura 11. Redes simples. A, CalCoFi; B, ICITA; C, WP2; D, IOSN.
ICITA
Rede padrão utilizada durante o International Cooperative Investigations of the
Tropical Atlantic foi idealizada por Jossi (1966) com 100 cm de diâmetro de boca com
um corpo de rede cônico com uma curta secção de 18 cm de lona e 330 cm de
comprimento com malha de 280 µm (Fig. 11B). Utilizada para arrastos horizontais e
oblíquos.

96
5.3.5.1.2. Cilindro cônica
WP-2
É a rede padrão recomendada pelo Working Party n° 2 da Unesco (Fraser, 1966) para
o estudo quantitativo, comparativo e de biomassa do meso e macroplâncton até a
profundidade de 200 metros. Possui uma abertura de boca com 57 cm de diâmetro;
corpo com uma secção cilíndrica com 95 cm de comprimento e cônica com 166 cm e
malha de 200 µm e um copo coletor de 110 mm de diâmetro (Fig. 11C). A porção
cilíndrica aumenta a eficiência de filtragem permitindo que a rede seja menor em
tamanho sem alterar a área de filtração. É utilizada para arrasto vertical e horizontal.
IOSN
A Indian Ocean Standard Net (IOSN) foi desenvolvida por Currie (1963) com abertura
de boca de 113 cm de diâmetro e 500 cm de comprimento. O setor cilíndrico da rede
tem 3 malhas diferentes, sendo os primeiros 70 cm com tela de 12,5 m seguidos de
uma cinta de lona de 30 cm e na porção final uma malha de 330 µm com 100 cm de
comprimento. A porção cônica desta rede tem 300 cm de comprimento com malha de
330 µm (Fig. 11D). Utilizada para arrastos horizontais e oblíquos. É recomendada pela
FAO como padrão para coletas em mar aberto.
Bongo (MARMAP)
A rede de Bongo (Fig. 12A) foi desenvolvida por Posgay & Marak (1980) para
utilização no programa Mid-Atlantic Resources Mapping. É uma rede com abertura da
boca dupla com 61 cm de diâmetro por 30 cm de profundidade em aço inoxidável ou
fibra de vidro. Rede com 147 cm de comprimento na secção cilíndrica e 153 cm na
cônica. A porção final da rede onde está anexado o copo coletor com 110 mm de
diâmetro. Tem um depressor hidrodinâmico de 40 kg (Fig. 11D). Os dois cilindros são
unidos entre si por meio de um eixo onde é conectado ao cabo de reboque. Por este
motivo não existe qualquer tipo de material que atrapalhe o fluxo da água na frente da
boca da rede. Cada cilindro corresponde a uma boca de rede o que permite fazer
arrastos com redes de malhas diferentes o que é uma vantagem. Pode ser arrastada a
velocidades de até 6 nós, sendo usada preferencialmente para trajeto oblíquo, mas
serve para qualquer tipo de trajeto.
5.3.5.1.3. Retangulares
Rede Tucker
Rede com formato retangular não era comum até Tucker (1951) desenvolver uma com
183x183 cm de abertura de boca flexível e 914 cm de comprimento com os primeiros

97
457 cm da rede com malha de abertura de 1,8 cm e depois com 1,3 cm. No final uma
malha de náilon de 1 mm com 152 cm de comprimento, serve como coletor (Fig. 12B).
Esta rede é equipada com um sistema de registro mecânico de tempo e profundidade.
Foi desenhada para coletar organismos associados a grandes dispersões em relação
à profundidade como eufausiáceos, scifonóforos e peixes de meia água. Também
possibilitou o desenvolvimento de uma série de redes com sistemas de
abertura/fechamento.
Rede Neustônica
São redes construídas para coletas de fauna superficial, sobre a película de água até
alguns poucos centímetros de profundidade. A importância deste ambiente de
condições ecológicas muito particulares foi ignorada até a década de 1960 quando
então foram desenvolvidos coletores especiais para o seu estudo. Zaitzev (1959) foi o
primeiro a construir uma rede para amostrar organismos neustônicos. A rede original
tem uma boca retangular metálica de 60x20 cm e 250 cm de comprimento com uma
rede de malha de 500 µm (Fig. 12 C). Nas laterais foram colocados dois flutuadores de
20x10x4 cm para manter a rede na superfície. Ela pode ser utilizada com velocidades
entre 1 a 2 nós, na lateral das embarcações ou em embarcações fundeadas.
Rede Manta
Brown & Cheng (1981) desenvolveram uma modificação da rede de neuston
tradicional com 100x20 cm de abertura de boca, equipada com duas asas acima da
linha d'água e um par de aletas para guiar a rede para fora do navio, e a denominaram
de Rede Manta. Originalmente foi utilizada uma rede de 240 cm de comprimento e 505
µm (corpo de uma rede Bongo). Um lastro de 100 kg foi utilizado para manter o cabo
de reboque abaixo da boca da rede (Fig 12D).
5.3.5.1.4. Pentagonal
Rede Issacs-Kidd
Rede desenvolvida por Isaacs & Kidd (1953) para coletar organismos pelágicos
rápidos como larvas de peixes, peixes pequenos, lulas e camarões pelágicos
(macroplâncton ou micronécton). É de forma pentagonal com uma armação fixa de
aproximadamente 30 cm de largura em forma de V que serve como um depressor.
Esta armação ajuda a manter a boca da rede aberta e exerce uma força hidrodinâmica
que permite alcançar a profundidade desejada durante o arrasto. A rede original tem
304 cm por 457 cm de abertura de boca e 745 cm de comprimento. O corpo da rede é
composto por 4 malhas diferentes. Uma externa de 5 cm entre nós, que serve apenas

98
para sustentar as outras 3 internas, sendo a porção anterior com malha de 5 mm entre
nós e comprimento de 270 cm, a mediana com 3 mm entre nós com 330 cm de
comprimento e a mais posterior com uma malha náilon de 1 mm ou 500 µm com 145
cm de comprimento. Dois círculos são colocados para amarrar as malhas internas
entre si e para manter a forma arredondada da rede durante a coleta. (Fig. 12E). As
redes mais utilizadas atualmente podem ser escolhidas entre quatro tamanhos de
abertura de boca 91 cm, 183 cm, 304 cm e 457 cm. A velocidade de arrasto pode ser
maior do que 8 nós no trajeto oblíquo. Esta rede pode ser usada em conjunto com
ecosonda como um amostrador teste antes de arrastos com redes de meia água
comercial.
Figura 12. Redes especiais. A, Bongo; B, Tucker; C, Neustônica; D, Manta; E, Isaacs-Kidd.

99
5.3.5.1.5. Rede de plânctonbentos
Assim com na superfície, o fundo do oceano pode ser considerado um habitat especial
de difícil acesso para coletar organismos planctônicos. Hutchinson (1967) definiu estes
organismos como Plânctonbentos. Poucos são os amostradores desenvolvidos para
coleta muito próximo do fundo e o seu princípio é basicamente o mesmo das outras
redes planctônicas. Russel (1928) foi um dos primeiros a desenvolver uma rede
retangular típica para amostrar o plânctonbentos com boca de 122 cm de largura 30
cm de altura e 240 cm de comprimento montado em uma armação de rede tipo trenó a
20 cm acima do fundo (Fig. 13A). Nenhum mecanismo de abertura e fechamento foi
empregado. Utilizando um equipamento muito similar Bossanyi (1951) colocou
mecanismos que permitiram a abertura e o fechamento na boca da rede. Esta nova
rede tinha 90 cm de largura, 50 cm de altura e 210 cm de comprimento e com uma tela
de 15,7 malhas por cm.
Em maiores profundidades o plâncton próximo do fundo pode ser coletado com
pequenas redes, com malha de 233 µm montadas na frente dos submergíveis e com
mecanismos de abertura e fechamento da boca da rede.
Figura 13. Rede de Plânctonbentos (adaptado de Russel,1928)
Para amostrar próximo ao fundo em recifes de corais onde a corrente é fraca Rützeler
et al (1980) desenvolveram o Horizontal Plankton Sampler (HOPLASA) que cria sua
própria corrente. Este amostrador é composto de um cilindro de 18,5 cm de diâmetro e
40 cm de largura feito de fibra de vidro que abriga um motor elétrico e um hélice para

100
provocar o fluxo. Presa no final do cilindro está uma rede de 80 cm de comprimento
com malha de 250 µm. Tem autonomia de 5 a 8 horas de operação com fluxo de 20 a
30 cm por segundo.
5.3.5.2. Redes de fechamento
Para o estudo de distribuição e migração vertical dos organismos planctônicos é
necessário coletar amostras de várias camadas de profundidade separadamente. Com
este propósito vários tipos de amostradores foram desenvolvidos para fechar a
abertura da boca, estrangular o corpo da rede e até mesmo fechar o coletor.
O sistema de fechamento mais simples e mais eficiente é o feito por estrangulamento
da porção anterior da rede. Outros modelos utilizam uma rampa deslisável ou giratória
na frente da abertura da rede com resultados nem sempre satisfatórios. Os requisitos
fundamentais que deve reunir um mecanismo disparador adequado e versátil são: 1)
Deve ser de fácil manuseio e de baixa complexidade de construção; 2) Deve funcionar
pelo menos em 90% dos casos; 3) Deve ser utilizado com redes de tamanho
considerável e de alta capacidade de filtração. As redes mais utilizadas são:
Rede de Nansen
É uma rede cilindro cônica desenvolvida por Nansen (1915) de 35 a 100 cm de
diâmetro de boca com a porção cilíndrica feita de lona e com 50 cm de comprimento.
A porção cônica tem 150 cm de comprimento e o corpo da rede pode ter uma malha
com abertura de 140 ou 200µm (Fig. 14A). Ao final da porção cônica vai uma cinta de
lona de aproximadamente 10 cm de espessura onde são fixadas várias argolas de 2
cm de diâmetro por onde passa um cabo resistente, como um laço por toda a volta
deste cinturão. O lastro de aproximadamente 15 kg e o copo coletor são também
atados ao aro da boca por meio de três cabos. A rede é presa ao mecanismo de
fechamento através de dois elos, um móvel para as amarras da boca da rede e um
fixo para o cabo que passa pelo cinturão de lona. Uma vez que se alcance a base do
estrato que se queira amostrar, a rede começa a ser içada lentamente
(aproximadamente 1m/seg) até alcançar a profundidade desejada. Terminado este
trajeto o mensageiro é lançado da superfície através do cabo de reboque para liberar
os três cabos da boca da rede que estão no elo móvel, de modo que a tensão feita
pelo lastro é transferida ao cabo que passa pelo cinturão de lona, preso no elo fixo,
detendo a entrada de material pela boca da rede (Fig. 14B).
Rede WP2

101
Já citada e descrita, também é muito utilizada para arrastos verticais.
Figura 14. Rede de Fechamento. A, Aberta; B, Fechada.
5.3.5.3. Redes de abertura e fechamento
Redes com mecanismos de abertura e fechamento são mais utilizadas para trajetos
horizontais e oblíquos.
5.3.5.3.1. Fechamento simples
Rede Kofoid
Kofoid (1911) desenvolveu uma rede cônica com um aro de 37 cm de diâmetro de
boca, com 200 cm de comprimento total com malha de seda. Utilizada em arrastos
horizontais de profundidade. O sistema envolve duas placas semi-esféricas onde a
rede é presa (Fig.15A). O primeiro mensageiro libera a semi-esfera de baixo que se
dobra para frente e desce 180° abrindo a rede. O segundo mensageiro libera a
segunda semi-esfera que se dobra para baixo, fechando a rede. Não foi muito adotada
em pesquisas oceânicas porque deve ser presa ao final do cabo de reboque por causa
de seu mecanismo de abertura/fechamento o que compromete a eficiência do arrasto.

102
Clarke-Bumpus
Clarke & Bumpus (1950) desenvolveram uma rede com duplo mensageiro com 12,7
cm de diâmetro de boca e um tubo de 16 cm de comprimento e uma rede com 61 cm
de comprimento no final do tubo (Fig. 15B). Uma armação presa acima e abaixo do
cabo de reboque suporta a rede. Este tubo é equipado com uma tampa giratória na
boca do coletor que permite a sua descida fechada. Quando o primeiro mensageiro é
lançado a placa gira 90º abrindo a rede e permitindo o fluxo d’água. Um segundo
mensageiro gira a placa outros 90º fechando a rede. Um medidor no final do tubo
mede o fluxo de água que passa pelo tubo. Por ser pequena é possível ter várias
redes trabalhando ao mesmo tempo em níveis de profundidade diferentes. Por este
motivo ainda é muito utilizada nos dias de hoje.
Bongo com fechamento
McGowan & Brown (1966) desenvolveram uma rede de abertura e fechamento com
dois cilindros metálicos de 70 cm de diâmetro unidos entre si por meio de um eixo
onde é conectado ao cabo de reboque quando é arrastado. A rede tem uma porção
cilíndrica de 81 cm e a porção cônica 420 cm com tela de náilon de 505 µm. Uma
porta de Dracon cobre as duas bocas da rede ao baixá-la até a profundidade
desejada. Um mensageiro dobra as portas de Dracon acima dos cilindros liberando a
boca da rede para filtragem da água. Um medidor de fluxo após um determinado
número de rotações libera as duas redes dos cilindros metálicos que são então
estranguladas por cabos e içadas até a superfície. Não é muito utilizada pela
dificuldade de armar o sistema a cada lance.
Rede Tucker modificada
Sameoto & Jaroszynski (1976) modificaram uma rede Tucker quadrada de 100 cm de
lado com um duplo mecanismo de abertura e fechamento mecânicos (Fig. 15C). A
malha é de lona. Possui um depressor retangular colocado na porção inferior da rede.
A velocidade de arrasto pode ser entre 2 e 4 nós.

Figura 15. Redes de abertura e fechamento simples. A, Rede Kofoid; B, Clarke-Bumpus; C,
Rede Tucker modificada.1. Fechada em cima; 2, Aberta; 3, Fechada embaixo. (Fonte: A
e B, Noaa Photo Llibrary fotos de Y. Berard; C, Baker et al.,1973)
103

104
5.3.5.3.2. Fechamento Múltiplo
MPS
O primeiro sistema de redes múltiplas Multiple Plankton Sampler (MPS) foi
desenvolvido para arrastos verticais por Bé (1959) sendo composto de 3 redes
quadradas de 50 cm de lado, colocadas em um aro para serem abertas e fechadas em
seqüência por 4 mensageiros. A rede tem 300 cm de comprimento com uma cinta de
náilon de 50 cm da porção anterior e 240 cm do corpo da rede com malha de 200 µm
e uma cinta de 100 cm para atar o coletor. Esta rede foi modificada por Bé (1962)
denominada MPS para arrastos horizontais e oblíquos sendo utilizado um mecanismo
de abertura e fechamento a base de pressão pré-estabelecida de 0-100 m, 100-250 m,
250-500 m. Foram também construídas redes de 100 cm de lado
RMT
Clarke (1969) descreveu uma rede denominada Rectangular Mouth Opening Trawl
(RMT) de boca flexível retangular de 200x400 cm (8 m²) com 1200 cm de comprimento
e 5 mm de abertura de malha. A rede é aberta e fechada por pulsos acústicos. A
profundidade de arrasto é determinada por um profundímetro. Variações desta rede
são a RMT 1+8 (Baker et al, 1973) (Fig. 16A) e a RTM 8.
MOCNESS
Wiebe et al (1976) modificaram a rede de meia água Tucker colocando um mecanismo
de abertura e fechamento controlado eletronicamente para amostrar e coletar dados
em diferentes profundidades, conhecido como Multiple Opening/Closing Net and
Environmental Sampling System (MOCNESS). É um sistema de abertura de boca
rígida de 100x141 cm com até 9 redes de 600 cm de comprimento, corpo com malha
de 330 µm e com sinal de comando remoto a partir da embarcação (Fig. 16B). Além
das amostras de plâncton em diferentes profundidades, sensores como os de pressão,
temperatura, condutividade e turbidez podem ser acoplados ao sistema permitindo
coletas simultâneas de dados bióticos e abióticos. Todos os sinais de comando são
enviados por um computador de bordo através de um cabo. Comercialmente existem
várias versões deste sistema de redes com aberturas de boca que podem variar de
0,25; 1,0; 2,0; 4,0; 10,0 e 20,0 m² e vários sensores de fatores abióticos. Esta é uma
das redes mais utilizadas atualmente porque permite replicar amostras na mesma
profundidade na investigação. Pode ser aberta ou fechada quando certas condições
físicas de interesse (por ex. termoclina) ou químicas são detectadas relacionadas com
a distribuição dos organismos planctônicos.

105
BIONESS
A Bedford Institute of Oceanography Net and Environmental Sensing System
(BIONESS) é constituída de 10 redes e foi desenvolvida por Sameoto et al (1980) a
partir da rede múltipla de Bé (1962). O sistema eletrônico consiste de um cabo elétrico
de reboque controlado a partir de uma unidade à bordo para medições em tempo real.
Um sistema mecânico alternativo armazena os dados no próprio equipamento e tem
por um cabo de aço de reboque. Dados de profundidade, volume, temperatura e
condutividade também são coletados através de sensores. Dois medidores de fluxo
estão acoplados, um externo para medir a velocidade de arrasto e outro interno à
armação da rede para medir o volume filtrado da amostra. A rede funciona bem até
1000 m de profundidade e pode ser arrasta a uma velocidade entre 1 a 5 nós. Dois
modelos são oferecidos no mercado, um de 100x100 cm (1 m²) e outro de 50x50 cm
(0,25 m²) de abertura de boca.
Figura 16. Redes Múltiplas de Fechamento. A, RMT;1+8 B, Mocness; C, Lochness.

106
LOCHNESS
Versão melhorada da BIONESS a Large Opening Closing High Speed Net and
Environmental Sensing System (LOCHNESS) foi desenvolvida por Dunn et al (1993b).
Neste caso a armação tem 300 cm lateral e 200 cm de profundidade, com 5 redes de
230x230 cm de boca e 1400 cm de comprimento com malha de poliéster de 2 mm.
Uma asa estabilizadora está presente na porção posterior da armação (Fig. 16C). Um
sistema acusticamente enviado controla a abertura e o fechamento da rede e monitora
a pressão, o fluxo e o estado da bateria. Um registrador de dados (data logger) é
montado na armação para registrar dados de profundidade, condutividade e
temperatura. Outros dados podem ser coletados dependendo da montagem diferentes
registradores. A velocidade de arrasto pode ser superior a 6 nós.
MULTINET
Weikert & John (1981) desenvolveram a Multinet, oferecida no mercado pela
Hydrobios, modificando a MPS. O sistema coletor é composto de uma armação de aço
inoxidável de 50 x 50 cm de lado por 60 cm de largura e pode levar 5 redes de 250 cm
de comprimento e a abertura de malha é de 300 µm (Fig. 17). As redes são atadas a
lona da armação por meio de um zíper permitindo troca rápida de rede se a operação
exigir redes com corpos de malhas diferentes como, por exemplo, 3 corpos de 300 µm
e dois corpos de 200 µm. As redes são abertas e fechadas eletronicamente via cabo
condutor simples ou múltiplo conectado à uma Unidade de Comando à bordo.
Sistemas semelhantes de 35 x 35 cm e de 71 x 71 cm são também oferecidos.
Figura 17. Rede Múltipla (Fonte: Catálogo da Hydrobios).
Dois medidores de fluxo eletrônicos podem ser colocados no sistema coletor um
interno para medir o volume e outro externo para medir o entupimento da rede.
Transmite também os dados de pressão o que possibilita saber a profundidade de

107
arrasto. Vários outros sensores podem ser acoplados ao sistema inclusive uma garrafa
coletora de água. Para arrastos horizontais e oblíquos é necessário o uso de um
depressor hidrodinâmico.
Uma grande vantagem deste sistema é que o mecanismo idealizado para abrir e
fechar redes também possibilita o uso seriado de dois ou mais equipamentos ao
mesmo tempo. Esta operação apesar de ser delicada permite a realização de várias
coletas simultâneas diminuindo o tempo total de operação em relação à coleta com
rede convencional que precisa descer e subir várias vezes para realizar o mesmo
trabalho.
Pela sua versatilidade este sistema é também muito utilizado em conjunto com a
observação hidroacústica na identificação de aglomerações formadas por organismos
planctônicos, sendo o padrão atual para coletas em todos os tipos de trajetos.
Detalhes de sua operação são dados a seguir.
Protocolo de operação em um trajeto oblíquo entre estratos
Observação: Foi notado pela equipe de pesquisadores do N/Oc. Atlântico Sul, que
para a estabilização do sistema o melhor foi abrir a primeira rede antes da linha
d’água, ao contrário do indicado pelo manual do fabricante que instrui para que libere
a primeira rede na profundidade estabelecida. Por este motivo neste protocolo de uso
da Multinet orientamos para esta possibilidade, com os seguintes passos:
Conectar o sistema na Unidade de Comando
Fazer observação hidroacústica de concentração de organismos planctônicos (p. ex.
Observação de dois estratos de aglomeração um de 80 a 120 m e outro de 20 a 40 m
de profundidade).
Estabelecer estratos de coleta de acordo com esta observação (p.ex. de 120 a 80 m;
de 80 a 60 m; de 40 a 20 m e de 20 m até a superfície).
Completar planilha com dados da estação e de observação hidroacústica
Ligar a Unidade de Comando
Testar o sistema
Armar as redes
Levar o sistema até a linha d´água
Abrir a primeira rede
Baixar o sistema em trajeto oblíquo até a maior profundidade estabelecida (no caso
120 m)
Anotar o volume filtrado da primeira rede

108
Disparar a segunda rede, que fecha a primeira, após atingir a maior profundidade
estabelecida e içar o sistema vagarosamente em trajeto oblíquo até a segunda
profundidade estabelecida (no caso 80 m)
Anotar o volume filtrado da segunda rede
Repetir procedimento para as redes 3 e 4 respeitando as profundidades préestabelecidas.
Manter a rede 5 aberta da última profundidade até a superfície
Içar o sistema para o convés
Lavar as redes
Concentrar as amostras nos coletores
Liberar cuidadosamente o coletor
Despejar a amostra na garrafa plástica numerada com o auxílio de um funil
Anotar o número da garrafa para a rede correspondente
Guardar a garrafa
Recolocar o coletor na sua respectiva rede
Protocolo de operação em um trajeto horizontal no estrato
Para o mesmo exemplo de observação hidroacústica acima
Estabelecer estratos de coleta de acordo com esta observação (p.ex. de 120 a 80 m;
de 80 a 60 m; de 40 a 20 m e de 20 m até a superfície).
Completar planilha com dados da estação e de observação hidroacústica
Ligar a Unidade de Comando
Testar o sistema
Armar as redes
Levar o sistema até a linha d´água
Baixar o sistema até a profundidade estabelecida (que neste caso pode ser de 100 m)
Abrir a primeira rede
Manter um trajeto horizontal até alcançar o volume de 100 m³ de água filtrada
Disparar a segunda rede, que fecha a primeira, após atingir o volume estabelecido e
içar o sistema vagarosamente em trajeto oblíquo até a segunda profundidade
estabelecida (no caso 70 m)
Anotar o volume filtrado da segunda rede
Repetir procedimento para as redes 3 e 4 respeitando a profundidade e o volume préestabelecidos.
Manter a rede 5 aberta da última profundidade até a superfície
Içar o sistema para o convés
Lavar as redes

109
Concentrar as amostras nos coletores
Liberar cuidadosamente o coletor
Despejar a amostra na garrafa plástica numerada com o auxílio de um funil
Anotar o número da garrafa para a rede correspondente
Guardar a garrafa
Recolocar o coletor na sua respectiva rede
Protocolo de operação em um trajeto vertical nos estratos
O protocolo é semelhante ao apresentado no trajeto oblíquo apenas de difere no
sentido vertical.
5.3.5.4. Amostradores de alta velocidade
Amostradores desenvolvidos para arrastos a velocidades acima de 10 nós. Desde o
início do século XX vários amostradores de alta velocidade foram desenvolvidos. Em
geral são pequenos tubos de 5-12 cm de diâmetro e com comprimentos variável de 25
a 50 cm parecidos com um torpedo com abertura de boca de no máximo 4 cm que são
arrastados através de um cabo reboque colocado na porção frontal do equipamento.
Possuem as seguintes vantagens sobre as redes convencionais: 1) podem ser
arrastados com mal tempo; 2) Podem ser feitos com a embarcação em velocidade de
cruzeiro; 3) podem ser realizados entre as estações de coleta; 4) reduzem o efeito de
escape dos organismos planctônicos maiores e mais rápidos. Sua desvantagem é a
abertura da boca da rede que em geral é menor do que 5 cm de diâmetro, o que pode
também causar alguns danos aos organismos maiores.
HPI
O Hardy Plankton Indicator (Fig. 18A) desenvolvido por Hardy (1926) para permitir aos
pescadores amostrar e relacionar a qualidade e quantidade de plâncton com o número
de peixes capturados com a embarcação em velocidade de cruzeiro. Tem 17,8 cm de
diâmetro e 91,4 cm de comprimento, com um filtro circular para reter os organismos
planctônicos. Em 1936 este Indicador foi modificado sendo que o seu tamanho
diminuiu para 7,6 cm de diâmetro e 56 cm de comprimento ficando conhecido como
Small Plankton Indicator (SPI). Glover (1953) modificou o SPI colocando uma pequena
rede (3,2 cm de diâmetro e 8,9 cm de comprimento) dentro de um torpedo. Seu
equipamento foi denominado de Small Plankton Recorder (SPR).

110
Figura 18. Amostradores de Alta Velocidade. A, HPI; B, Gulf 1-A; C, Gulf III, 1, Carcaça
protetora; 2, Filtrador; D, MAFF (adapatados de.FAO catalogo).
Série Gulf
Arnold (1952) desenhou um amostrador de alta velocidade, o Gulf 1-A (Fig. 18B),
parecido com um torpedo, composto de um cilindro externo de 151 cm de
comprimento com 11,7 cm de diâmetro e uma abertura de boca, no nariz do torpedo,
de 2,4 cm de diâmetro. Internamente há um aro de 7,6 cm de diâmetro e 91 cm de

111
comprimento com um corpo de rede com malha de 380 µm. Pode ser arrastado a
aproximadamente 10 nós e tem um medidor de fluxo.
Outro amostrador deste tipo foi descrito por Gehringer (1952) e denominado Gulf III
(Fig. 18C), com um cilindro externo de 152 cm de comprimento e 50 cm de diâmetro e
com uma rede cônica de malha de 380 µm e diâmetro de boca de 49,5 cm. Pode ser
arrastado a 5 nós e possui um medidor de fluxo.
O amostrador Gulf V foi desenvolvido por Arnold (1959) sendo basicamente o mesmo
Gulf III sem o cilindro externo.
Tanto o Gulf III como o Gulf V são utilizados até hoje como amostradores padrões de
alta velocidade, embora tenham recebido várias modificações e melhorias. Nash et al
(1998) descreveram a Gulf VII/Pro e a MAFF (Fig. 18D) para velocidades de 5 a 7 nós.
O sistema consiste de uma armação rígida de 275 cm de comprimento e 76 cm de
diâmetro com ponteira cônica de fibra de vidro com abertura de boca de 40 cm de
diâmetro. Uma rede cônica de 230 cm de comprimento e uma abertura de malha de
270 µm está colocada na porção final da armação. Estes equipamentos possuem
sensores de pressão, temperatura e condutividade e a medição do fluxo é realizada
por dois medidores e pode ser feita a bordo do navio ou armazenada na armação da
rede.
5.3.5.5. Coletores contínuos de plâncton
CPR
O Continuous Plankton Recorder (CPR) pode ser considerado como uma classe de
coletores de alta velocidade. Desenvolvido por Hardy (1926), é um amostrador
hermético que pesa 87 kg com 50 cm de largura, 50 cm de altura e 100 cm de
comprimento (Fig. 19A). A abertura quadrada por onde entra a água tem 1,27 cm de
lado expandindo-se em um túnel de fluxo d’água. O túnel passa através da porção
mais baixa do amostrador e sai por trás. Abaixo do túnel tem um carretel de 15,25 cm
de largura, com gase de seda com 270 µm de abertura de malha que atravessa o
túnel e captura os organismos planctônicos. Um segundo carretel com gase de seda
fica acima do túnel e é apertado contra a gase filtradora comprimindo os organismos
coletados entre as duas gases. As gases são enroladas em um carretel que está
colocado num tanque localizado acima do túnel de fluxo d’água com formalina que
preserva o plâncton capturado. O carretel coletor é movimentado por um hélice
localizado na porção posterior do amostrador, atrás dos estabilizadores (Fig. 19B).
Este amostrador é utilizado hoje como padrão para arrastos de até 500 Mn e lances de

112
cerca de 10 Mn (18,52 km) a uma velocidade de cruzeiro de 20 nós em profundidades
entre 6 e 10 metros.
LHPR
O Longhurst-Hardy Plankton Recorder foi uma modificação inovadora do CPR
idealizada por Longhurst et al (1966). Um par de redes de 50 cm de diâmetro foi
montado lado a lado em uma armação. Junto ao copo coletor de uma das redes está
um registrador de plâncton com um túnel entrando no centro e dividindo-se em duas
secções que passam pelas laterais da caixa e saem pela sua porção posterior. Dois
rolos com tiras de náilon (330 e 500 µm de abertura de malha) são passados através
do túnel logo após a divisão filtrando os organismos planctônicos. As tiras de náilon
são enroladas em um carretel simples que está localizada entre a divisão do túnel. O
carretel coletor avança de acordo com um tempo programado (15-60 s) por um
sistema elétrico montado na armação comprimindo os organismos entre duas tiras de
náilon. Dados de pressão, temperatura e volume são também armazenados. O LHPR
é arrastado entre 1,5 e 2,5 nós e pode coletar até 100 amostras. Foi idealizado para
recolher dados precisos de distribuição vertical e depois de algumas modificações
também foi utilizado para análise de distribuição horizontal do plâncton.
ARIES
Uma evolução do LHPR é o Autosampling and Recording Instrumental Environmental
Sampler (ARIES) descrito por Dunn et al,1993a. Este amostrador de plâncton tem 35
cm de diâmetro com um cone que se expande a 76 cm de diâmetro. Com a armação
são três sistemas de coleta. Uma rede de plâncton na porção posterior do cone
antecede o sistema coletor múltiplo que consiste em uma rede de 200 cm de
comprimento equipado de um cinto de 16 cm de largura com 110 pequenos coletores
de 6 cm de diâmetro com malha de 200 µm. Um motor periodicamente aumenta o
cinto, movendo as redes para um alimentador na posição de coleta com 60 garrafas
de 250 mL que estão num carrossel parecido com um amostrador tipo roseta.
Temperatura, condutividade, pressão, volume e tempo de amostra que varia de 1 seg.
a 60 min. são registrados. A informação sobre a profundidade do arrasto é transmitida
acusticamente em tempo real para o monitoramento da coleta. A velocidade de arrasto
é de 4 a 5 nós.
UOR
Como o CPR tem a desvantagem de coletar só horizontalmente as camadas mais
superficiais do oceano, Bruce & Aiken (1975) desenvolveram o Undulating

113
Oceanographic Recorder (UOR), quer é baseado no CPR, com forma hidrodinâmica
de 98 cm de largura, 75 cm de altura e 156 cm de comprimento, com 180 kg de peso.
Pode ser programado para ondular entre 7 e 15 a 70 m (comprimento de onda de 3 a
30 km) a uma velocidade de arrasto de 7 a 15 nós. O UOR pode levar sensores
programados para medir temperatura, salinidade, profundidade e armazenar dados
coletados com intervalos de até 2 segundos. Cada lance de coleta pode durar 12
horas.
Figura 19. Continuous Plankton Recorder (CPR). A, Carcaça protetora; B, Partes
componentes: 1, abertura; 2, carretel de gase filtrante, 3, túnel. 4, carretel de gase de
cobertura; 5, tanque coletor; 6, engrenagem de movimentação; 7, hélice. (Fonte: A,
Sahfos; B, adaptado de Hardy, 1926).
6. Sistemas Ópticos
Os sistemas ópticos foram desenvolvidos para quantificar a abundância e identificar
organismos planctônicos e outras partículas na coluna da água. As primeiras
tentativas de quantificar o plâncton com o auxílio óptico ocorreram durante a década
de 1950 (Jaffe, 2005). Recentemente, a revolução tecnológica e a fácil aquisição de
componentes ópticos modernos permitiram que engenheiros ópticos desenvolvessem
uma nova geração de sistemas de amostragem. Dois sistemas são identificados de
maneira básica: os sistemas de imagem ativos e passivos. No caso dos passivos, o
objeto não é iluminado pelo sistema. Assim, alguma fonte alternativa de luz, ou

114
ambiental ou outra, é necessária. No caso de sistemas ativos, a fonte de luz é própria.
Embora sistemas passivos possam ser menos invasivos do que os ativos, apenas em
casos de águas muito transparentes, estes sistemas podem ser utilizados para
produzir imagens de zooplâncton. Isto é um problema comum na maioria dos casos,
uma vez que estes organismos valorizam o fato de serem transparentes, ou difíceis de
serem percebidos, para evitar predadores. Conseqüentemente, os sistemas óticos
submersos de amostragem de zooplâncton identificados nesta revisão usam uma
fonte ativa de iluminação. Esta fonte pode ser um “flash”, ou uma luz estroboscópica,
ou algum tipo de laser, emitido de forma contínua ou em pulsos.
A propagação de luz na água pode ser descrita de uma maneira simplificada através
do conceito de radiância. Radiância é a intensidade direcional em três dimensões da
propagação da luz em um dado instante e local. Uma vez que a radiância é a variável
de estado para a radiação óptica, a distribuição radiante descreve tudo o que é
conhecido em um experimento óptico. Por exemplo, cameras medem a energia
radiante através da integração da radiância de um pixel na camera.
Os parâmetros ambientais que descrevem a propagação da luz determinam sua
qualidade. Estes parâmetros são a absorção e o espalhamento da água e a
reflectividade do objeto. Embora estes parâmetros tenham sido medidos, os detalhes
de cada situação ambiental desempenham um papel fundamental na determinação do
resultado da aquisição de uma imagem óptica submarina. Isto é devido ao fato dos
oceanos manterem fortes gradientes de substâncias absorventes e espalhantes que
também variam com o tempo. Absorção é um escalar, porém a situação mais
complicada do espalhamento deve ser descrito por um vetor que indica o grau de
espalhamento da luz em função do ângulo incidente e do ângulo do observador (Fig.
20).
Figura 20. Esquema de um sistema óptico de imagem submarino e os componentes de uma
imagem que resultam da categorização da luz recuperada (Modificado de Jaffe, 2005).

115
O desenvolvimento de sistemas ópticos submersíveis eficientes também é auxiliado
pela utilização de modelos computacionais. Estes modelos podem mimetizar a
propagação da luz na água e prever o resultado de uma determinada situação. Os
modelos permitem o usuário colocar cameras e iluminação em locais diferentes com
várias orientações em relação ao objeto de estudo. Os modelos variam desde
simulações Monte Carlo até o uso de formulação semi-analítica, e utiliza conceitos da
teoria de sistemas lineares.
Os sistemas de detecção de partículas medem e transmitem a secção transversal de
cada partícula que passa através de um feixe de luz. O princípio básico do contador
óptico de partículas (OPC) ou do contador óptico de partículas a laser (LOPC) é
praticamente o mesmo, ou seja, a área de uma secção transversal bloqueada pela
partícula no feixe é medida relativamente a área do fotodiódo que detecta a oclusão. O
OPC mede a seção transversal de partículas no seu feixe entre um tamanho de 250 a
25.000 mm. O LOPC divide este intervalo em duas partes através da (i) medida da
seção transversal da área das partículas no seu feixe entre tamanhos de 10 a 1500
mm no que se convencionou chamar de elemento singular do plâncton (SEP); e da (ii)
medida da forma do perfil (duas dimensões) da partícula entre os tamanhos de 1500 e
35000 mm, no que se convencionou chamar multielemento do plâncton (MEP).
Através da soma de SEPs e MPEs, a distribuição de tamanho do plâncton fica mais
completa, enquanto que os perfis do MEP podem ser utilizados para fins de
identificação taxonômica (Herman et al., 2004).
Os sistemas ópticos podem ser divididos em três categorias: 1) os que produzem uma
imagem de organismos planctônicos como o VPR (do inglês Video Plankton
Recorder); ou, 2) os que usam da interrupção de uma fonte de luz para detectar e
estimar o tamanho de uma partícula como o OPC (Optical Plankton Counter) e o
LOPC (Laser Optical Plankton Counter).
6.1. Sistemas ópticos que produzem imagem
Estes aparelhos produzem uma ótima informação sobre a distribuição de partículas,
gerando também informações para identificação e tamanho de seus alvos além dos
seus movimentos. Nas primeiras vezes que foram utilizados quando ainda estavam
sendo desenvolvidos estes instrumentos eram acoplados as redes de coleta, mas
atualmente já são utilizados sem a necessidade da conferência dos dados porque já
estão bem desenvolvidos e confiáveis.
O uso de sistemas ópticos que produzem imagem para a observação de zooplâncton
in situ tem sido feito com sucesso em muitas situações, e uma variedade de sistemas

116
tem sido utilizados tanto para levantamentos de rotina como para identificação dos
organismos.
6.1.1. Video Plankton Recorder - VPR
Este registrador de vídeo de plâncton tem sido muito utilizado em campo para fazer
imagens do zooplâncton (Davis et al., 1996). Várias cameras filmam diferentes
volumes de água simultaneamente proporcionando informação em diferentes escalas.
O VPR é um microscópio submarino montado com um sistema de vídeo que pode
fazer um trajeto na coluna d'água para observar pequenos organismos de
aproximadamente 0,2 a 20 mm, como copépodes e medusas (Fig. 21). A qualidade
das imagens gerada é suficiente para distinguir entre espécies, e as imagens podem
ser classificadas automaticamente através de programas específicos. O VPR foi
desenvolvido durante o Programa Regional para “Georges Bank”, um componente do
“US GLOBEC” (Davis et al., 1996; Benfield et al., 1996; Ashjian et al., 2001).
Figura 21. O VPR sendo montado para utilização em trabalho de campo, e uma imagem de
copépode obtida com estes sistema (Fonte: coml.org)
6.1.2. O Sistema ZooVis
Este sistema de visualização utiliza um plano de luz estroboscópica branca (Benfield
2001). O sistema produz imagens de zooplâncton em um plano de visão de 12 cm
com uma resolução de 50 µm. O equipamento é um perfilador dimensionado para
coletar imagens quantitativas do zooplâncton a uma profundidade de até 250 m (Fig.
22). A camera aponta para baixo em um plano de 12 cm de largura e 3 cm de
profundidade. Com a profundidade do campo de visão igual ou superior ao campo do
plano de luz, somente alvos que estão focalizados são iluminados e registrados na
imagem.

117
Figura 22 O sistema ZooVis, e uma imagem de zooplâncton obtida com estes sistema.
Importante notar a escala de tamanho de o volume relativo amostrado (Fonte: Benfield &
Wiebe, 2007).
6.1.3. Underwater Video Profiler - UVP
O perfilador submarino de video é um sistema de imagem composto de uma camera
de vídeo Hi-8 (resolução de 512 x 512) capaz de detectar tamanhos a partir de 100 µm
composto de uma unidade de controle e aquisição de dados, baterias e sistemas de
iluminação (Gorsky et al., 1992). O UPV pode ter dois sistemas de iluminação: 1) um
campo de luz colimados na frente da camera que visualiza 0,28 litros através da
iluminação de um plano de 1,5 cm, utilizado para estudo da distribuição de partículas;
ou, 2) um sistema que usa quatro holofotes para visualilzar um volume de 70 L de
água. O sistema foi desenvolvido Gorsky e colaboradores em 1992 para registrar
informação sobre zooplâncton e neve marinha, mas tem sido utilizado com sucesso
para outros animais (Fig. 23). Em um uso típico, o sistema desce com uma taxa de 1
ms -1 através de um cabo, resultando em uma amostragem vertical a cada 4 cm. O
instrumento tem sido usado com sucesso no Mediterrâneo (Baussant et al., 1993;
Stemmann et al., 2000; Gorsky et al., 2000; Gorsky et al., 2002).
6.1.4. O Observatório 3D de zooplânton
Strickler & Hwang (2000) desenvolveram um equipamento para obter informação
sobre a trajetória em 3 dimensões do zooplâncton. Este sistema utiliza visualização
Schlieren em conjunto com um sistema múltiplo de cameras para obter projeções

118
ortogonais de organismos em um volume de 1 L. O sistema permite observar desde
fitoplâncton ate peixes, e promete fornecer informações sobre o comportamento do
zooplâncton em laboratório.
Figura 23. A versão mais recente do UVP. 1, Baterias; 2, CTD, fluorímetro;3, luz contínua de
holofote; 4, luz de comunicação; 5, câmera; 6,compartimento protetor; 7, luz colimada;
8, sistema óptico. (Fonte: Benfield & Wiebe, 2007).
6.1.5. Underwater Electronic Holographic Camera - eHoloCam
O lançamento mais recente para observação de organismos planctônicos “in situ” é a
camera holográfica submarina eletrônica desenvolvida por Sun et al. (2007) (Fig. 24).
A eHoloCam (Fig. 24A) usa um pulso de laser de Nd-YAG para paralisar quadros de
partículas movendo-se rapidamente, e um sensor semicondutor de metal oxidado
(CMOS) (Fig. 24B) para capturar as imagens. Hologramas digitais em 3 dimensões e
vídeos holográficos são capturados em taxas de 5 a 25 Hz por várias horas, e capazes
de registrar todas os organismos em um volume de 36,8 cm 3 . Foi utilizada em conjunto
com o amostrador ambiental AIRES a uma velocidade de 4 kt, com a obtenção de
imagens de vários organismos planctônicos (Figs. 24C, D), em especial de copépodes
Calanus. O uso deste sistema se intensificou nos últimos anos em função da
dificuldade de implementação e utilização de sistemas baseados em fotografias ou
vídeos ópticos. Além da velocidade, conveniência, e independência do uso de
produtos químicos, uma vantagem particular do registro eletrônico é a habilidade de
gravar vídeos holográficos (eHoloVideo), o que introduz na análise uma quarta
dimensão, o tempo.

119
Figura 24. eHoloCam. A, componente mecânico: 1, compartimento primário; 2, conectores
subaquáticos; 3, direção do fluxo; 4, feixe de luz; 5, compartimento secundário; B
componentes eletrônicos e ópticos:1, unidade de força do laser; 2, unidade de força do
SBC; 3, conversores de DC para AC; 4, cabeça do laser; 5, micro controle de bordo do
laser; 6, saída dos raio óptico; 7, encaixe da caixa do compartimento primário. Imagem
holográfica reconstituída de C, larvacea e; D, quetognata. (Fonte: Sun et al., 2007).
6.2. Sistemas ópticos de interrupção de luz
6.2.1 Optical Plankton Counter - OPC
No final da década de 80 e começo da de 90 surgiram os contadores ópticos de
plâncton (OPC). Para contar os organismos marinhos, o novo dispositivo produz
medidas instantâneas de abundância de zooplâncton ao longo do tempo e
profundidade nas quais as coletas são realizadas. Outros instrumentos acompanham
este dispositivo para registrar temperatura e salinidade da água, bem como todo o
fitoplâncton associado. Esta informação é transmitida para a embarcação em tempo
real, onde ela pode ser revisada enquanto o cruzeiro ainda está em andamento. Ao
mesmo tempo devem ser coletados dados hidrográficos para contribuir com os dados
coletados pelo OPC.
O OPC foi originalmente desenvolvido no Bedford Institute of Oceanography (Canadá)
como um sensor remoto rebocado por uma embarcação capaz de fornecer informação
em tempo real sobre o tamanho do zooplâncton (Herman et al., 2004). A intenção de
sua utilização inicial era complementar a informação obtida por redes de plâncton,
fornecendo medidas sobrepostas e de alta resolução. Foi desenhado com o objetivo

120
de ser uma ferramenta para separar o zooplâncton por classes de tamanho que
pudessem ser associadas a grupos taxonômicos.
Desta forma, o OPC foi utilizado com uma ampla variedade de plataformas e redes
como: SeaSoar, AquaShuttle, Batfish, Scanfish, MOCNESS, BIONESS, V-fins, ARIES,
LHPR, ROVs, e integrado a redes Bongo. Muitos estudos oceanográficos utilizaram o
OPC,como por exemplo: 1) investigação sobre o macrozooplâncton na Corrente da
California (Checkley, 2001; Mullin et al., 2003; Beaulieu et al., 1999); 2) estudos sobre
a distribuição vertical e horizontal de C. finmarchicus durante sua invernada no
Atlântico Norte (Heath, 1995; 1999); 3) estudos sobre o espectro da biomassa do
plâncton em sistemas de água doce (Sprules et al., 1998; Sprules, 2002); 4)
modelagem do espectro normalizado da biomassa do zooplâncton e estudos da
dinâmica de populações de zooplâncton estruturadas por tamanho (Zhou & Huntley,
1997; Zhou et al., 2001); 5) medidas da distribuição de tamanho do zooplâncton ao
longo das estações do programa CALCOFI ao leste da Baia de Monterey (Hopcroft et
al., 2002); e, 6) medidas da abundância de zooplâncton e biovolume em águas com
alta quantidade de detrito (Zhang et al., 2000).
6.2.2. Laser Optical Plankton Counter - LOPC
O contador óptico de plâncton a laser (Fig. 25A) utiliza um laser de alta qualidade em
conjunto com equipamentos ópticos de grande precisão para criar um feixe de laser ou
plano que é utilizado para detectar mudanças na trajetória do feixe ou bloquear a luz,
ndicando que uma partícula esta se deslocando através do túnel (Herman et al., 2004).
A banda de detecção é muito estreita (1 mm) e a taxa de medição extremamente
rápida (35 µs). Esta combinação permite ao LOPC operar em altas concentrações de
plâncton (Fig. 25B), e manter os níveis de “limite de coincidência” muito baixos.
Figura 25. Laser Optical Plankton Counter (LOPC ). A, Desenho esquemático: 1, túnel de
coleta; 2, caixa pressurizada de ópticos e eletrônicos; 3, direção do arrasto. B, perfis de
multielementos do plâncton (MEPs) obtidos com o LOPC. (Fonte: Herman et al., 2004).

121
6.3. Vantagens e desvantagens
A grande vantagem dos sistemas ópticos em relação às redes coletoras é do aumento
de informação da distribuição tanto vertical como horizontal dos organismos
planctônicos através de suas imagens. Além de integrar a abundância de uma espécie
em particular que está sendo capturada durante um arrasto com uma rede de
plâncton, os sistemas ópticos tem o potencial de informar dados sobre a abundância
por pequenos intervalos de tempo no caminho da rede. Esta informação pode ser
dada para qualquer tipo de organismo ou classe de tamanho de interesse. Outra
vantagem é que os organismos mais frágeis, que podem ser danificados pela rede,
podem ser detectados por instrumentos ópticos sem serem danificados. Alguns
sistemas utilizados em conjunto com programas de identificação permitem a
classificação automática, o reduz a enorme quantidade de dados necessários para a
descrição de padrões de concentração do zooplâncton (Tang et al., 1998).
Talvez a principal vantagem dos OPCs seja a sua habilidade de medir continuamente
uma ampla gama de distribuições de tamanho de forma rápida, em tempo real e
simultaneamente com outros parâmetros ambientais. Os OPCs também oferecem alta
resolução espacial e temporal enquanto são rebocados em áreas grandes sem a
necessidade de paradas para recuperação de dados e manutenção. Com o advento
do LOPC foi reduzida a principal desvantagem destes tipos de instrumentos, pois com
a utilização de um diodo a laser, uma maior precisão é obtida e a capacidade de
identificação de zooplâncton maior do que 1 mm é aumentada através da medida da
forma do plâncton.
A principal desvantagem dos sistemas ópticos é sua dependência de luz alternativa.
Sistemas ativos são mais invasivos, e com isto alteram o comportamento dos
organismos. Fontes ativas de luz também podem criar “fantasmas” em águas com
muitas partículas em suspensão, o que dificulta o seu uso em regiões costeiras.
Sistemas baseados em fotografias ou vídeos ópticos também produzem um aumento
significativo de dados, e geralmente estes dados necessitam de sistemas com grande
capacidade de armazenamento. Quando não são usados sistemas de análises de
imagens automatizados, o processamentos das imagens requer muito tempo e
dedicação do pesquisador. Estes sistemas ainda são muito caros, e composto por
constituintes sofisticados que requerem pessoal altamente treinado na sua utilização.

122
7. Equipamentos auxiliares
7.1. Fluxômetro
Os fluxômetros são equipamentos munidos de um rotor que gira durante a passagem
da água e cujas revoluções são transmitidas a um contador por meio de um jogo de
engrenagens. Desta maneira é possível saber o volume de água filtrado durante o
trajeto da rede, o que é importante para estudos de abundância e distribuição de
organismos planctônicos numa região.
Existem vários modelos sendo os mais utilizados os do tipo TSK (Fig. 26A) e os do
tipo torpedo (Fig. 26B). A partir da década de 80 também estão sendo utilizados os
modelos eletrônicos, com Unidade de Comando instalada a bordo.
Amostragem com rede, no entanto, só pode ter seu volume calculado de uma maneira
aproximada, através do volume de um cilindro delimitado pela abertura da boca da
rede, ao ser rebocada na água por uma distância. Alguns fatores relativos à rede
utilizada devem ser levados em consideração neste cálculo tais como: 1) sua forma e;
2) sua eficiência de filtragem os quais fazem com que o volume calculado seja
diferente do real.
O fluxômetro que mede a quantidade de água que entra na abertura da boca da rede é
o equipamento auxiliar que permite minimizar a diferença do valor calculado do valor
real do volume.
7.1.1. Como calcular volume
O valor que se obtém com um fluxômetro após um lance de plâncton é o número de
revoluções proporcional a quantidade de água que foi filtrado pela rede. Este número
deve ser transformado em um valor de volume e esta transformação requer um
conhecimento da relação revoluções/volume, que é obtida na curva de calibração.
Cada fluxômetro, inclusive os de idêntica construção, tem características próprias e
independentes. Cada um vem com um número de série original, para marca e modelo
e com uma curva de calibração correspondente, que é dada pela empresa construtora
e que é utilizado para o cálculo do volume filtrado.
No caso de um fluxômetro torpedo Marca General Oceanics Mod. 2030 com hélice
standard o volume de água filtrado por uma rede de 60 cm de diâmetro é calculado
através da seguinte fórmula:
Vol (m³) = π(x)r²(x)h
Onde

123
π = 3,1416
r=0,30 m
h=distância percorrida (no caso é LF-LI do fluxometro(x)constante do rotor/999999)
onde, a constante do rotor = 26.873 (dada pelo fabricante);
Leitura Inicial (LI) = 67.384 e;
Leitura Final (LF) = 81.759
h = 14.375(x)26.873/999999 ou
h = 386,299 m
Vol (m³) = 3.1416(x)0,09 m²(x)386,299 m = 109,22 m³
Com o tempo de uso, o fluxômetro pode apresentar desajustes sendo necessário uma
recalibragem periódica. O método mais simples para esta recalibragem consiste em
submergir o aparelho, fixado num aro com bóias, numa piscina com comprimento
conhecido realizando em torno de 20 percursos em tempos diferentes ou num canal
artificial com fluxo controlado. A diferença entre a leitura inicial e a final do aparelho
equivale ao número de rotações do fluxômetro para a distância percorrida naquele
tempo, obtendo-se um parâmetro rot/seg. Ao dividir a distância da piscina (12,2 m)
pelo número de rotações por segundo (rot/seg) resulta na distância percorrida a cada
rotação (metros/rot). A tabela de calibração do fluxômetro n°XXX rebocado ao longo
de uma piscina de 12,2m apresentou os resultados na Tabela 3. A média de metros/rot
Tab. 3 coluna X) é chamada de constante de calibração do fluxômetro que no caso é
0,1173076.
Tabela 3: Dados correspondentes a tabela de calibração do Fluxômetro n°XXX para 12,2
metros percorridos.(1 e 2=primeiro e segundo ensaios).
SEGUNDOS(Seg) ROTAÇÕES(rot) rot/Seg metros/rot
1 2 1 2 1
(III/I)
2
(IV/II)
Média
(V+VII/2)
1
(12,2/III)
2
(12,2/IV)
Média
(VIII+IX)/2
I II III IV V VI VII VIII IX X
14.2 14,7 105 102 7,39 6,94 7,16 0,116 0,119 0,117
16,7 16,0 106 101 6,35 6,31 6,33 0,115 0,121 0,118
18,8 17,5 105 107 5,58 6,11 5,84 0,116 0,114 0,115
19,7 20,6 107 107 5,43 5,19 5,31 0,114 0,114 0,114
21,7 24,3 106 105 4,88 4,32 4,60 0,115 0,116 0,115
23,5 21,1 105 103 4,47 4,88 4,67 0,116 0,118 0,117
25,8 22,7 107 102 4,14 4,49 4,31 0,114 0,119 0,116
28,4 30,2 103 101 3,63 4,34 3,48 0,118 0,121 0,119
29,4 29,3 105 100 3,57 3,41 3,49 0,116 0,122 0,119
31,8 31,8 104 101 3,27 3,18 3,22 0,117 0,121 0,119
34,0 31,2 103 101 4,29 3,24 3,76 0,118 0,121 0,119
35,5 36,1 106 100 2,98 2,77 2,87 0,115 0,122 0,118
38,0 39,4 104 101 2,74 2,56 2,65 0,117 0,121 0,119

124
O fluxômetro n°XXX cuja leitura inicial (LI) foi 8.735 foi rebocado em uma rede de 1m
de diâmetro de boca por 11 minutos e 45 segundos (705 segundos) apresentando no
final uma leitura final (LF) de 11.767.
(LF)-(LI) = rotações no tempo do trajeto
11.767 – 8.735 = 3.032 rotações no tempo do trajeto
Que corresponde a 3.032/705 ou 4,30 rot/seg.
Na tabela 3 ao valor de 4,30 rot/seg corresponde aproximadamente 0,116 metros/rot.
Então, 0,116 (x) 3032 = 351,71 m (distância percorrida no trajeto pela rede)
O volume do cilindro de 1m de diâmetro (boca da rede) por 351,71 m (distância que
equivale à altura) (h) é: π (x) r 2 (x) h, ou seja,
3,1416 (x) 0,5 2 (x) 351,71 = 276,23 m 3 que é o volume de água filtrada pela rede neste
trajeto.
7.1.2. Montagem do fluxômetro na rede
O fluxômetro é, em geral, posicionado ao centro da abertura da boca da rede. A
montagem é feita através de 2 (Fig. 26C) ou 3 (Fig. 26D) cabos finos atados ao aro da
rede. A exata posição do medidor na boca é um problema que já foi muito investigado
no passado. Como conclusão é possível dizer que em redes rebocadas por cabos que
não estão diretamente em frente à boca, o fluxo da água é mais ou menos uniforme
em todos os pontos e o fluxômetro pode ser colocado em qualquer posição da boca da
rede, mas em geral é centralizada.
Figura 26. Equipamentos auxiliares: Fluxômetros. A, Tipo TSK; B, Tipo torpedo. Posição do
fluxômetro na rede. C, com duas amarras, D, com três amarras.

125
7.2. Clinômetro
Equipamento também conhecido como inclinômetro é utilizado para observar os
ângulos de inclinação, em graus, do cabo de reboque para calcular a quantidade de
cabo a ser lançado, a fim de ser alcançada a profundidade pré-estabelecida. Pode ser
manual (Fig. 27A) ou preso ao cabo (Fig. 27B) perto de uma polia.
7.3. Depressor
Equipamento, em geral, em forma deltóide (Fig. 27C) utilizados em coletores como a
rede Bongo e a Multinet ou; de uma lâmina, como no caso da rede Isaacs-Kidd. Não
são muito pesados mas permitem reduzir o ângulo de inclinação do cabo de reboque
mantendo o coletor numa profundidade constante durante o trajeto de coleta com a
menor quantidade de cabo possível. Podem permitir vários ajustes de ângulo de
ataque à água.
Figura 27. Equipamentos auxiliares. A, Clinômetro manual; B, Clinômetro de cabo; C,
Depressor tipo deltóide; D, Mecanismo de Fechamento e Mensageiro; E, Polia
odométrica mecânica.

126
7.4. Mecanismo de fechamento
Equipamento que possui duas presilhas uma móvel, onde são presas as amarras da
boca da rede e outra fixa onde é presa a amarra que está em volta do corpo da rede
(Fig. 27D). Ao terminar o trajeto de coleta, um mensageiro mecanicamente libera as
amarras da boca da rede que fica presa pela amarra em volta do corpo da rede, não
permitindo mais a filtração do coletor. Existe também liberadores ativados por
eletricidade, por acústica ou por pressão. Utilizado principalmente nos trajetos verticais
para manter a rede aberta durante o percurso de descida e fechada durante o
percurso de subida após o trajeto entre os estratos.
7.5. Polia odométrica
Equipamento usado para determinar de maneira acurada o alcance da profundidade
pré-estabelecida pelo coletor medindo o cabo que passa pela polia. Dois modelos
básicos são utilizados: 1) mecânico, com um contador geralmente acoplado à própria
polia, com marcação em metro (Fig 27E) ou em pés. A cada novo lançamento é
necessário zerá-lo; 2) eletrônico com várias unidades a escolher (metros, pés),
colocado em qualquer parte da embarcação e que pode ser lido mais facilmente
durante a noite.
8. Lista de equipamentos
Quando se dá início a um cruzeiro científico todo equipamento e material que será
usado, deve estar a bordo tendo em conta que é impossível retornar ao porto se algo
foi esquecido. Desta forma é muito importante relacionar todo o material necessário
que será utilizado, antes do início do cruzeiro. Também é impossível retornar ao porto
quando um equipamento deixa de funcionar ou é danificado. Assim, todos os
equipamentos devem ter pelo menos um sobressalente. Uma lista de todos os
equipamentos utilizados em coleta de organismos planctônicos está na tabela 4 que
deverá ser preenchida durante a preparação do cruzeiro.

127
Tabela 4. Planilha com lista do material necessário para coleta e armazenagem de plâncton.
Material Quant. Retirado Por: Devolvido por:
Set completo* de rede(s)
Fluxômetro
Polia Odométrica
Depressores
Clinômetro
Disco de Secchi
Tabela de ângulos
Mecanismo de Fechamento
Mensageiro
Profundímetro
Termosalinômetro
Planilha
Material de Escritório**
Balde
Bandeja Plástica
Formol Puro
Funil
Engradado de Garrafas Plásticas
Papel toalha
Luvas
Lanterna
Set de Pilhas
Notebook
GPS
Chave de fenda
Alicate
Parafusos
Borboletas
Pedaços de tela (=corpo da rede)
Cola Silicone
Cola Araldite 24h
Cabos trançados de náilon
Cabos de aço
Tesoura
Para material vivo
Bombas de ar
Bombas de ar a pilha
Caixa de isopor
Conecção plásticas p/ espagueti
Espagueti plástico
Extensão T
Fio de extensão
Frasco plásticos
Monobloco
Pedra p/ ar
Pilhas para bombas de ar
Frascos de vidro de 30 e 100mL
Pipetas
Pinça
*Set Completo da rede(s) a ser(em) utilizada(s) compreende: Aro, Corpo da rede, Coletor completo, Abraçadeira,
Manilhas, Cabos para as amarras.
**Material de Escritório compreende: Envelopes A4, Papel A4, Caneta Esferográfica, Lápis, Apontador, Borracha,
Atilho, Régua, Prancheta, Etiquetas Adesivas, Fita adesiva tipo crepe, Pincel atômico, clips, grampeador, grampos,
CDr; DVDr.

128
9. Métodos de trajeto
9.1. Vertical
Trajeto vertical (Fig. 28) é útil em estudos para determinar presença e abundância de
organismos planctônicos em diferentes intervalos de profundidades na coluna d’água.
Em estudos de variações dia/noite de abundância entre a superfície e determinada
profundidade, os estratos de coleta podem ser escolhidos previamente como, por
exemplo, de 200 a 100 m; de 100 a 50 m e de 50 m até a superfície. Entretanto, se o
interesse do estudo estiver relacionado com certos aspectos físicos como, por
exemplo, a presença de termoclinas, conhecida pouco antes, os estratos não poderão
ser pré-estabelecidos, mas escolhidos praticamente no momento da coleta.
Figura 28. Tipos de trajeto vertical.
Como neste tipo de arrasto é possível saber exatamente a distância percorrida, que é
o intervalo entre as profundidades o volume de água filtrada pode ser calculado
através do volume de um cilindro cuja fórmula é V = Axh onde A = πxr² é a área da
boca da rede e h é o intervalo entre as profundidades de coleta (Fig. 29). Num arrasto
vertical entre a profundidade de 100 e 50 metros em que foi usada uma rede cilindro
cônica com 60 cm de diâmetro de boca o volume é V=3,1416x0,302x50= 14,14 m³

129
Figura 29. Cálculo do volume de água filtrada num arrasto com distâncias percorridas
conhecidas.
Material utilizado
Planilha de amostragem
Rede cônica ou cilindro cônica
Mecanismo de fechamento
Mensageiro
Lastro
Garrafas plásticas com 35 mL de formol
Clinômetro
Tabela de Ângulos
Protocolo de coleta do trajeto vertical
No ponto da estação com a embarcação parada
Preencher dados da estação na planilha de amostragem vertical de zooplâncton
Escolher os intervalos de profundidade a serem amostrados
Verificar se o coletor está bem preso
Baixar lentamente a rede até a superfície
Afundar a rede até a maior profundidade do intervalo

130
Observar a inclinação do cabo para ajustar profundidade
Parar a descida
Observar inclinação do cabo novamente
Içar a rede até a menor profundidade do intervalo
Passar o mensageiro no cabo
Soltar o mensageiro
Sentir no cabo o disparo do mecanismo de fechamento
Subir a rede até a superfície
Lavar a rede
Colocar a rede no convés
Lavar bem o final da rede e o coletor
Abrir o coletor
Colocar amostra na garrafa plástica com o auxílio de um funil
Agitar a garrafa lateralmente para fixar bem a amostra
Anotar número da garrafa na planilha
Guardar a garrafa
Repetir procedimento tantas vezes quantas forem os intervalos amostrados
9.2. Horizontal
Embora possa ser realizado em profundidade, normalmente utiliza-se em zonas pouco
profundas, nas quais os outros tipos de arrasto não podem ser realizados Amostra
apenas uma determinada camada de água, normalmente superficial ou subsuperficial.
É o mais utilizado para amostra qualitativa de organismos planctônicos de uma região.
No trajeto horizontal a rede é arrastada com o barco em movimento de
aproximadamente 2 a 3 nós por um tempo não superior a 5 minutos sendo utilizados
para o conhecimento quali-quantitativo dos organismos planctônicos de uma região.
No arrasto de superfície (Fig. 30A) é possível acompanhar o trajeto da rede e observar
seu funcionamento. Para evitar a turbulência causada pelo hélice da embarcação é
aconselhável navegar em curva de aproximadamente 20°. Nenhum tipo de peso é
necessário neste arrasto.
No horizontal de meia água ou próximo ao fundo (Fig. 30B) é necessário um lastro que
afunde a rede o mais rápido possível (é conveniente baixar a rede com a embarcação
iniciando a navegação) até um pouco mais do que a profundidade desejada,
aumentando a velocidade para que a profundidade de arrasto desejada seja
alcançada. Ao término do tempo de arrasto içar a rede rapidamente com a
embarcação já parando.

131
Figura 30. Trajetos horizontais. A, de superfície; B, de profundidade
Uma preocupação neste tipo de trajeto é monitorar constantemente a profundidade
exata de arrasto para impedir que a rede toque no fundo.
Para isto uma alternativa simples, menos onerosa, porém não muito exata, é calcular a
profundidade de arrasto através da seguinte fórmula trigonométrica de um triângulo
retângulo (Fig. 31):
cos α =cateto adjacente/hipotenusa
onde
O ângulo é medido por um clinômetro na hora do arrasto
Cateto adjacente (X) é a profundidade de arrasto desejado e
Hipotenusa é comprimento do cabo lançado para atingir a profundidade de arrasto.
Figura 31. Esquema de cálculo de quantidade de cabo a ser lançado para alcançar a
profundidade desejada.

132
Para arrasto de fundo, a profundidade base para o cálculo é sempre dois metros a
menos do que a da estação. Mantendo a velocidade de arrasto constante e a mesma
rede de coleta, a inclinação do ângulo varia pouco e sempre nos mesmos intervalos.
Por exemplo, para uma embarcação a 2 nós de velocidade, uma rede cilindro cônica
de 60 cm de abertura de boca e 200 µm de abertura de malha com um lastro de 15 kg,
o intervalo varia entre 60° (cosseno = 0,5) e 70° (cosseno = 0,34). Então, para
alcançar 30 metros de profundidade, a quantidade de cabo lançado deverá ser de 60
m e 88 m, respectivamente. É recomendável, ao içar a rede, também parar o barco
para que a rede filtre o menor volume possível no caminho de volta. Na tabela 5, como
um exemplo, está indicada a quantidade de cabo que deve ser lançada para alcançar
a profundidade de arrasto desejada.
Outra alternativa é utilizar um profundímetro na abertura da boca da rede que informa
o correto trajeto da rede durante o arrasto e também coletar dados sobre temperatura,
condutividade e oxigênio dissolvido.
Tabela 5. Quantidade de cabo lançado (em metros) para alcançar a profundidade detalhada
até 100 metros desejada com diferentes inclinações de cabo.
α 40 42 44 46 48 50 52 54 56 58 60 62 64 66 68 70 75 80
10 13 13 13 14 14 15 16 17 17 18 20 21 22 24 26 29 38 57
12 15 16 16 17 17 18 19 20 21 22 24 25 27 29 32 35 46 69
14 18 18 19 20 20 21 22 23 25 26 28 29 31 34 37 41 54 80
16 20 21 22 23 23 24 25 27 28 30 32 34 36 39 42 47 61 92
18 23 24 25 25 26 28 29 30 32 33 36 38 41 44 48 53 69 103
20 26 26 27 28 29 31 32 34 35 37 40 42 45 49 53 58 77 115
22 28 29 30 31 32 34 35 37 39 41 44 46 50 54 58 64 85 126
24 31 32 33 34 35 37 38 40 42 45 48 51 54 63 64 70 92 138
26 33 34 36 37 38 40 42 44 46 49 52 55 69 65 69 76 100 149
28 36 37 38 40 41 43 45 47 50 52 56 59 63 68 74 82 108 161
30 39 40 41 43 44 46 48 51 53 56 60 63 68 73 80 88 115 172
32 41 43 44 46 47 49 51 54 57 60 64 68 72 78 85 94 123 184
34 44 45 47 48 50 52 55 57 70 64 68 72 77 83 90 99 131 195
36 46 48 50 51 53 56 58 61 64 67 72 76 82 88 96 105 139 207
38 49 51 52 54 56 59 61 64 67 71 76 80 86 93 101 111 146 218
40 52 53 55 57 59 62 64 68 71 75 80 85 91 98 106 117 154 230
42 55 57 58 60 63 65 68 71 75 79 84 89 95 103 112 122 162 241
44 57 59 61 63 66 68 71 74 78 83 88 94 100 108 117 129 170 253
46 60 62 64 66 69 72 74 78 82 86 92 98 105 113 122 134 177 265
48 63 65 67 69 72 75 77 81 85 90 96 102 109 118 128 140 185 275
50 65 67 70 72 75 78 81 85 89 94 100 107 114 123 133 146 193 289
52 67 70 72 75 78 81 84 88 92 98 104 110 118 127 138 152 200 299
54 70 73 75 78 81 84 87 91 96 101 108 115 123 132 144 157 208 310
56 73 75 78 81 84 87 90 95 100 105 112 119 127 137 149 163 216 322
58 76 78 81 83 87 90 94 98 103 109 116 123 132 142 154 169 224 334
60 78 81 83 86 90 93 97 102 107 113 120 127 136 147 160 175 231 345
65 84 87 90 93 97 101 105 110 116 122 130 138 148 159 173 190 251 374
70 91 94 97 101 105 109 114 119 125 132 140 149 160 172 187 205 270 403
80 104 108 111 115 119 124 130- 136 143 151 160 170 182 197 214 234 309 461
90 117 121 125 130 134 140 146 153 161 170 180 192 205 221 240 263 347 518
100 130 135 139 144 149 155 162 170 179 189 200 213 228 246 267 292 386 576
P. 40 42 44 46 48 50 52 54 56 58 60 62 64 66 68 70 75 80
α= ângulo; P.=Profundidade
Material Utilizado
Planilha de amostragem
Rede cônica ou cilindro cônica
Fluxômetro

133
Profundímetro (opcional)
Lastro (para lance em profundidade)
Clinômetro (para lance em profundidade)
Tabela de ângulo (para lance em profundidade)
Garrafas plásticas com 35 mL de formol
Funil
Protocolo de coleta para trajetos horizontais de superfície
Verificar se a rede está bem presa ao cabo de reboque
Verificar se o fluxômetro está bem amarrado à abertura boca da rede
Verificar se o coletor está bem preso a rede
Preencher dados da estação na planilha de amostragem horizontal de zooplâncton
Escolher as profundidades a serem amostradas
Anotar número inicial do fluxômetro
Iniciar a navegação a até 2 nós em movimento semi circular
Baixar lentamente a rede até a superfície
Liberar cabo reboque até a rede desaparecer da superfície
Anotar tempo inicial do trajeto
Observar constantemente se a rede está submersa, caso contrário liberar um pouco
mais de cabo reboque
Anotar tempo final do arrasto
Trazer a rede até a borda da embarcação
Içar a rede
Lavar com água de fora para dentro cuidadosamente o corpo da rede
Puxar a rede para o convés
Anotar número final do fluxômetro
Ter em mãos uma garrafa identificada e o funil para despejar a amostra
Bater com cuidado a lateral do coletor (nunca na tela diretamente)
Diminuir o volume até abaixo das janelas
Desatarraxar as borboletas
Liberar cuidadosamente o coletor
Despejar amostra na garrafa
Girar a garrafa lateralmente para fixar bem a amostra
Anotar número da garrafa na planilha
Guardar a garrafa
Recolocar o coletor na rede apertando bem as borboletas

134
Protocolo de coleta para trajeto horizontal de profundidade
As verificações e anotações iniciais são as mesmas do arrasto de superfície
O lastro deve estar preso na manilha do cabo de reboque
Lançar a rede imediatamente após o início da navegação
Observar a inclinação do cabo para ajustar profundidade
Diminuir a velocidade de descida do cabo reboque
Observar inclinação do cabo novamente
Anotar inclinação do ângulo a cada 20 -30 metros, de cabos liberados
Parar a descida quando alcançada a profundidade de arrasto desejada
Marcar o tempo de início de arrasto
Anotar tempo final de arrasto
Içar a rede rapidamente
Subir a rede até a superfície
A partir da lavagem da rede os passos são os mesmos do arrasto de superfície
É possível calcular o volume de água filtrado sem fluxômetro. Assim como explicado
no arrasto vertical o cálculo é o de volume de um cilindro. A diferença é que no trajeto
horizontal a embarcação está em movimento. A distância percorrida (a altura da
fórmula) é calculada multiplicando a velocidade da embarcação pelo tempo de arrasto.
A velocidade da embarcação é dada em nós, ou seja, milhas por hora sendo
necessário multiplicar 1.853 metros pela velocidade em nós para saber a velocidade
em metros por hora. Se o tempo de arrasto foi de alguns minutos é necessário dividir
este tempo do arrasto por 60 min. tendo assim o tempo em fração de hora. O uso de
GPS resolve o problema dando a distância percorrida in loco.
9.3. Oblíquo
É muito utilizado principalmente com rede Bongo, em zonas profundas, que
normalmente se caracterizam por menor abundância de organismos (Fig. 32). Desta
forma, numa mesma camada de água consegue-se filtrar um maior volume e serve
para trabalhos sobre distribuição e abundância dos organismos na coluna d’água,
independente do efeito dia e noite, de sua distribuição. Este tipo de trajeto pode ser
realizado inclusive com mau tempo.

135
Figura 32. Trajeto oblíquo.
Material Utilizado
Planilha de amostragem
Rede Bongo
Fluxômetro
Depressor de 40-50 kg a 1,5 2 metros abaixo da rede
Clinômetro preso ao cabo de reboque
Tabela de ângulo
Garrafas plásticas com 35 mL de formol
Funil
Protocolo de coleta para trajetória oblíqua
Com a embarcação parada
Prender o clinômetro no cabo de reboque
Preencher a planilha com dados da estação
Ter tabela de profundidade em mãos
Separar duas garrafas numeradas e funil
Checar:
a profundidade local
se a rede Bongo está bem presa no cabo de reboque
se os cintos que prendem as redes estão bem colocados e apertados
se o fluxômetro está bem preso

136
se os copos coletores estão bem presos às redes
se o depressor está bem preso à rede
Anotar número inicial do Fluxômetro
Iniciar navegação
Içar a rede ao costado da embarcação
Baixar a rede até a linha d’água
Checar velocidade de arrasto de 2 nós
Zerar a polia odométrica
Liberar o cabo reboque a uma velocidade de aproximadamente 50 m/min
Iniciar a marcação do tempo de descida
Checar ângulo de inclinação do cabo
Checar quantidade de cabo a cada 30 metros lançado até alcançar a profundidade
desejada
Anotar tempo de descida
Iniciar imediatamente subida da rede
Anotar ângulo final
Anotar quantidade de cabo liberado
Anotar o tempo de da chegada da rede à superfície
Anotar tempo de subida
Içar redes
Lavar redes de cima para baixo e de fora para dentro
Concentrar a amostra nos coletores
Baixar redes no convés
Anotar número final do fluxômetro
Lavar redes, próximo dos coletores, de dentro para fora
Bater com cuidado a lateral do coletor da rede n° 1
Diminuir o volume até abaixo das janelas
Desatarraxar as borboletas do coletor
Liberar cuidadosamente o coletor
Despejar amostra na garrafa plástica com auxílio de um funil
Girar a garrafa lateralmente para fixar bem a amostra
Anotar número da garrafa para rede n° 1
Guardar a garrafa
Recolocar o coletor na rede n° 1 apertando bem as borboletas
Repetir procedimento para coleta da rede n° 2

137
10. Planílha de amostragem
A planilha de amostragem é o histórico dos acontecimentos de uma coleta. As
planilhas de bordo são elaboradas para serem preenchidas de uma maneira simples e
em seqüência lógica para relatar os acontecimentos da coleta. O responsável pelas
anotações na planilha deve ser identificado para, se necessário, esclarecer fatos
duvidosos. É muito importante que todas as informações referentes à coleta, não
apenas estejam bem relatadas na planilha, mas também de maneira clara. Anotar
tudo, mesmo aqueles fatos ocorridos, que no momento possam não parecer
importantes, devem ser anotados porque podem ser esquecidos após algum tempo.
Vale lembrar que uma amostra faz parte do acervo de uma instituição, ficando a
disposição por anos, servindo para diversos tipos de análise. Por este motivo várias
pessoas, poderão usá-las e por isto as planilhas com os dados coletados deverão ser
as mais completas possíveis. Exemplos de planilhas de coleta com trajetos vertical,
horizontal, oblíquo e com rede Multinet estão sugeridas a seguir.

138
FICHA DE COLETA VERTICAL
Embarcação: _________________
PROJETO: ___________________________
CRUZEIRO: _________ ESTAÇÃO: __________ DATA: ____/____/_______
POSIÇÃO: Lat _____°_________S Long _____°_______W PROF: _________m
HORA LOCAL: ___________
HORA GMT:___________
REDE
Tipo: _____ Cônica _____ Cilindro-cônica
Aro (cm): _____30 _____50 _____60 _____100
Malha (µm): _____20 _____40 _____90 ____140 ___200 _____300 _____500
Peso (kg): ____2 ____5 ____10 ____20
ARRASTO
Lance 1 2 3 4 5 6 7 8 9
Interv Prof.
Garrafa
FLUXÔMETRO: _____Não usado ______Usado N° de Série:___________
Tipo: _____Torpedo ____General Oceanic _____ Hidrobios _____Outro
_____ TSK ____ Kalshico ______ OSK _____Outro
Leitura: Inicial: _______________ Final:_________________ Diferença:__________
Cálculo do volume (de um cilindro): π x r² x h onde
π = 3,1416; r = raio do aro e h= distância percorrida
Volume Filtrado:
_________ m³
Frasco n° ______________
Tabela de cabo a ser lançado (prof/cosα)
Prof► 10 12 14 16 18 20 22 24 26 28 30 32 34 36 38 40 42 44 46 48 50
5 10 12 14 16 18 20 22 24 26 28 30 32 34 36 38 40 42 44 46 48 50
10 10 12 24 16 18 20 22 24 26 28 30 32 34 36 38 40 42 44 46 49 50
12 10 12 14 16 18 20 22 24 26 28 30 32 34 37 39 41 43 45 47 49 51
14 10 12 14 16 18 20 22 24 26 29 31 33 35 37 39 41 43 45 47 50 51
16 10 12 14 16 18 21 23 25 27 29 31 33 35 37 39 41 43 45 48 50 52
18 10 12 14 16 19 21 23 25 27 29 31 33 35 37 40 42 44 46 48 50 52
20 10 12 15 17 19 21 23 254 27 29 32 34 36 38 40 42 44 47 49 51 53
22 10 13 15 17 19 21 23 25 28 30 32 34 36 38 41 43 45 47 49 51 54
24 11 13 15 17 19 21 24 26 28 30 32 35 37 39 41 43 45 48 50 52 54
26 11 13 15 17 20 22 24 26 28 31 33 35 37 40 42 44 46 48 51 53 55
28 11 13 15 18 20 22 24 27 29 31 33 36 38 40 42 44 47 50 52 54 56
30 11 13 16 18 20 22 25 27 29 32 34 36 38 41 43 45 48 51 53 55 57
α▲ 10 12 14 16 18 20 22 24 26 28 30 32 34 36 38 40 42 44 46 48 50

139
FICHA DE COLETA HORIZONTAL
CRUZEIRO: _______ ESTAÇÃO: __________ DATA: ____/____/_______
POSIÇÃO: Lat _____°_________S Long _____°_______W PROF: _________m
HORAL LOCAL: ___________
HORA GMT:___________ Coleta: ____/____ (ver códigos)
REDE: _____ Cônica _____ Cilindro-cônica
Aro (cm): _____30 _____50 _____60 _____100
Malha (µm): ____140 ___200 _____300 _____500
FLUXÔMETRO N° de Série:___________
Tipo: _____Torpedo ____General Oceanic
_____ Hidrobios _____Outro
Horizontal de Superfície
Tempo de arrasto: ____ min _____ s
Fluxômetro: Inicial: _________ Final:_________ Diferença:_______ Dist. Perc.:______m
Cálculo do volume: π x r² x h onde: π = 3,1416; r = raio do aro e h= distância percorrida (cte do
fluxômetro x diferença da leitura)
Volume Filtrado: __________ m³
ARMAZENAGEM DAS COLETAS - Frasco(s):__________ __________ _________
Horizontal de Fundo
TEMPO de Descida:____ min ____ s de arrasto:____ min ____ s de subida:____ min ____ s
Fluxômetro: Inicial: _________ Final:_________ Diferença:_______ Dist. Perc.:______m
Cálculo do volume: π x r² x h onde:π = 3,1416; r = raio do aro e h= distância percorrida (cte do fluxômetro
x diferença da leitura)
Volume Filtrado: _________ m³
ARMAZENAGEM DAS COLETAS - Frasco(s):__________ __________ _________
Leitura do ângulo (ver também tabela de ângulos)
Ângulo
Cabo 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120 130 140 150 160 170 180 190 200
Cabo=Cabo Lançado
Quant. Final de Cabo Lançado:_______m Âng Final:______° Prof. do Arrasto:________m
Profundímetro: _____ Sim Prof.: _________m ___Não
Códigos da Coleta:
0/0 Amostra feita/Fluxômetro lido
1/0 Parte da amostra perdida/Fluxômetro lido
0/9 Amostra feita/ Fluxômetro não lido ou com defeito
1/9 Parte da amostra perdida/ Fluxômetro não lido ou com defeito

140
FICHA DE ARRASTO OBLÍQUO
CRUZEIRO: _________ ESTAÇÃO: __________ DATA: ____/____/_______
POSIÇÃO: Lat _____°_________S Long _____°_______W PROF: _________m
HORAL LOCAL: ___________
FLUXÔMETRO N°1 n° de Série:___________
Tipo: _____Torpedo ____General Oceanic
HORA GMT:___________ Coleta: ____/____ (ver códigos)
_____ Hidrobios _____Outro
Fluxômetro: Inicial: _________ Final:_________ Diferença:_______ Dist. Perc.:______m
FLUXÔMETRO N°2 n° de Série:___________
Tipo: _____Torpedo ____General Oceanic _____ Hidrobios _____Outro
Fluxômetro: Inicial: _________ Final:_________ Diferença:_______ Dist. Perc.:______m
FLUXÔMETRO: Kalshico N° de Série:___________
Leitura de rotações: _______________
Cálculo do volume (de um cilindro): π x r² x h onde
π = 3,1416; r = raio do aro e h= distância percorrida (constante do fluxômetro x diferença da leitura)
Volume Filtrado: _________ m³
TEMPO de Descida:____ min ______s
de subida:____ min ______s
Leitura do ângulo (ver também tabela de ângulos)
Ângulo
Cabo 20 30 40 50 60 70 80 90 100 120 140 160 180 200
Quant. Final de Cabo Lançado:_______m Âng Final:_____° Prof. do Arrasto:________m
Profundímetro: ___ Sim __________m
_____Não
ARMAZENAGEM DAS COLETAS
Frasco(s) Rede 1:__________ __________ _________ __________
Frasco(s) Rede 2:__________ __________ _________ __________
Códigos da Coleta: 0/0 Amostra feita/Fluxômetro lido
1/0 Parte da amostra perdida/Fluxômetro lido
0/9 Amostra feita/ Fluxômetro não lido ou com defeito
1/9 Parte da amostra perdida/ Fluxômetro não lido ou com defeito

141
FICHA DE COLETA REDE MÚLTIPLA
CRUZEIRO: _________ ESTAÇÃO: __________ DATA: ____/____/_______
POSIÇÃO: Lat _____°_________S Long _____°_______W PROF: _________m
HORAL LOCAL: ___________
TEMPO de Descida:____ min ______s
HORA GMT:___________
de subida:____ min ______s
Lance n°: _____________ Hora:____________ Coleta: ____/____
REDE 1: Vol. Filt.:_______m³ Prof: ______________ Frasco(s): _____ ____
Obs:______________________________________________________
REDE 2: Vol. Filt.:_______m³ Prof: ______________ Frasco (s): _____ ____
Obs:______________________________________________________
REDE 3: Vol. Filt.:_______m³ Prof: ______________ Frasco (s): _____ ____
Obs:______________________________________________________
REDE 4: Vol. Filt.:_______m³ Prof: ______________ Frasco (s): _____ ____
Obs:______________________________________________________
REDE 5: Vol. Filt.:_______m³ Prof: ______________ Frasco (s): _____ ____
Obs:______________________________________________________
Códigos da Coleta: 0/0 Amostra feita/Fluxômetro lido
1/0 Parte da amostra perdida/Fluxômetro lido
0/9 Amostra feita/ Fluxômetro não lido ou com defeito
1/9 Parte da amostra perdida/ Fluxômetro não lido ou com defeito
Estes são os procedimentos de coleta e armazenagem à bordo. Vale salientar que os
procedimentos de transporte e os de laboratório como armazenagem, observação,
triagem e tratamento de dados também são muito importantes, mas não foram
abordados neste manual.
11. Referências bibliografias
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145
VI. Organismos Bentônicos
Carlos Emilio Benvenuti & Leonir André Colling
1. Definição
O ambiente marinho pode ser dividido em dois grandes domínios: o bentônico, que
compreende a totalidade do substrato oceânico, e o pelágido, que corresponde à
massa d’água total situada acima do leito submarino.
A palavra “bentos” origina-se do grego “benthos” (fundo do mar), assim como
“pelagos” (mar aberto). Organismos bentônicos são aqueles que vivem em relação
direta com o fundo. Além da classificação taxonômica os invertebrados bentônicos
podem ser classificados de modo funcional quanto ao tamanho, tipo de relação com o
substrato. É difícil separar o pélagos do bentos, uma vez que o domínio bentônico
mantém uma relação continua com o pelagial, inclusive muitos macroinvertebrados
bentônicos possuem fase larval pelágica.
2. Classificação
Os organismos bentônicos podem ser classificados em relação ao seu tamanho ou em
função do tipo de relação com o substrato.
2.1. Classificação por tamanho
Os organismos bentônicos podem ser classificados quanto ao tamanho: macrofauna
(macrobentos), meiofauna (meiobentos) e microfauna (microbentos).
2.1.1. Macrofauna: organismos com mais de 1 mm de tamanho. Estes organismos
ficariam retidos em peneiras de 1 mm de malha. Na prática, entretanto, são muito
utilizadas peneiras com poros de 0,5 mm ou menores (0,3 mm). É composta por
organismos maiores como estrelas-do-mar, mexilhões, a maioria dos moluscos, corais
etc.
2.1.2. Meiofauna: metazoários com tamanhos entre 0,1 mm e 1 mm, que ficariam
retidos em peneiras de 0,1 mm de malha. Na maioria dos trabalhos são, entretanto,
utilizadas peneiras com poros entre 0,064 e 0,04 mm. Inclui pequenos moluscos e
poliquetas, alguns grupos de pequenos crustáceos (incluindo copépodos bentônicos),
e nematodos.
2.1.3. Microfauna: organismos menores do que 0,5 mm, que passam por malhas de
0,1 mm de abertura. São protozoários ciliados, bactérias.

146
2.2. Classificação quanto ao tipo de relação com o substrato
Considerando o tipo de relação com o substrato pode-se fazer a seguinte classificação
funcional da macrofauna bentônica (guildas): organismos epifaunais sésseis,
sedentários e de grande mobilidade; e os infaunais cavadores, perfurantes e
construtores de tubos.
2.2.1. Epifauna
Sésseis
Organismos sésseis são aqueles que vivem fixos em substratos consolidados (fundos
duros). Para os organismos sésseis é fundamental encontrar e garantir um local em
substratos duros. Talvez, devido à escassez de espaço disponível em fundos
consolidados, a maioria das formas sésseis não resolveu o problema da fixação
através de uma ampla base de aderência no substrato. Espécies de esponjas,
briozoários e cnidários que se fixam através de formas achatadas possuem
mecanismos para impedir a epibiose.
A fase larval é de extrema importância para os organismos sésseis, pois esta fase é a
responsável pela dispersão das populações. As larvas, além de encontrar um local
para assentar, devem também garantir uma posição favorável para a obtenção do
alimento. Como a maioria dos organismos sésseis adota uma alimentação
suspensívora, que determina uma condição bastante passiva para a obtenção do
alimento, um posicionamento favorável no momento do assentamento é fundamental.
Também a vida agregada em bancos parece uma estratégia adotada por estas
espécies a fim de obter um maior êxito durante a reprodução e proteção contra
predadores. Nessas condições é mais provável o encontro dos produtos sexuais dos
machos e das fêmeas ou até a fecundação direta por cópula, ex. cirripédios (cracas).
O assentamento em bancos aumenta também a resistência dos organismos sésseis
ao batimento das ondas, até um ponto em que a aglomeração e a formação de
estratos tornam os organismos mais suscetíveis ao arrancamento pelo efeito da
hidrodinâmica.
Alguns exemplos de organismos sésseis: ostras, cirripédios, esponjas, ascídias,
briozoários, poliquetas Serpullidae, anêmonas, mexilhões (os dois últimos podem
realizar certos movimentos no substrato, sendo as vezes denominados de semisésseis)
(Fig 1A, 1B, 1C, 1D).

147
Sedentários
Os organismos sedentários são aqueles capazes de realizar pequenos deslocamentos
(escala de metros), tanto em fundos consolidados como nos inconsolidados. Existe
uma estreita relação entre o tipo de movimentação, estrutura geral e ecologia dos
organismos. Com a possibilidade de locomoção o espectro alimentar é maior pela
capacidade de buscar ativamente o alimento, os organismos podem evitar melhor os
predadores e existe maior capacidade de variar o tipo de fecundação (maior
possibilidade de encontro entre os machos e as fêmeas, os estímulos visuais se
ampliam e o comportamento se altera).
A
B
C
D
E
F
G
H
Figura 1. Exemplos de organismos sésseis. A, Cirripedia; B, Bivalvia- Ostrea, C, Cnidaria; D,
Bivalvia-Perna perna. Exemplos de organismos sedentários: E, Gastropoda; F,
Platelmintea. Exemplos de organismos bentônicos de grande mobilidade: G,
Neohelice granulata; H, Ocypode quadrata.(Fonte: Leonir André Colling)

148
Entre os organismos sedentários é comum o movimento de reptação. Os
equinodermos, cuja maioria das espécies é composta por organismos sedentários,
reptam utilizando pés ambulacrais, as estrelas e os ofiuros utilizam também a flexão
dos braços. Os gastrópodes (Fig. 1E) movimentam-se, principalmente, através de
ondas de contração muscular que percorrem o pé. Ex: Acmaea, Thais. Poliquetas da
fam. Nereididae reptam através de movimentos ondulatórios do corpo efetuando a
contração dos metâmeros e movimentação dos parapódios. Espécies de Platelminteos
e Nemertineos ondulam o corpo sobre secreções mucosas (Fig. 1F).
Alguns organismos sedentários realizam movimentos semelhantes à natação, como os
poliquetas da família Nereididae durante o fenômeno da epitoquia. Nestes a
locomoção ocorre através da movimentação do corpo, parapódios e cerdas. Entre os
crustáceos, cujas extremidades articuladas permitem caminhar ou saltar, em regiões
estuarinas são comuns entre os sedentários espécies de isópodos, anfípodos e
tanaidáceos.
Grande Mobilidade
Entre os organismos de grande mobilidade (vágeis) a distribuição numa ampla escala
(a partir de centenas de metros), além da efetuada pelas larvas, passa a ser feita
também pelos adultos. Estes organismos podem realizar migrações tróficas e
reprodutivas.
Os crustáceos decápodos representam o grupo com o maior número do
macrozoobentos de grande mobilidade (Fig. 1G, 1H). Os caranguejos como os
Majidae, com patas longas e fortes são espécies marchadoras, capazes de realizar
deslocamentos por longas distâncias. Os caranguejos Portunidae realizam movimento
natatório próximo ao fundo, auxiliados pelo último par de apêndices toráxicos e pela
hidrodinâmica do corpo. Os camarões Penaeidae e Caridae nadam com grande
eficiência utilizando o movimento dos pleópodos, que são auxiliados pelos
pereiópodos.
Existem espécies capazes de realizar rápidos deslocamentos como os caranguejos
corredores, Ocypode spp. (fam. Ocypodidae, Fig. 1H) que possuem um exoesqueleto
leve, as patas longas e olhos grandes com visão bem desenvolvida. Observa-se que
mesmo as formas com maior mobilidade não prescindem da proteção do substrato,
obtida através de esconderijos ou pela escavação. Caranguejos de marismas
(Neohelice granulata (Fig. 1G), Uca uruguayensis) e de mangues (Cardisoma
guanhumi, Ucides cordatus, Aratus pisoni), apesar de passarem grandes períodos do
dia em suas tocas não são considerados formas infaunais.

149
2.2.2. Infauna
Cavadores
Após o assentamento os organismos cavadores passam sua vida quase que,
exclusivamente, no interior do sedimento, construindo tubos, tocas ou galerias. A vida
no interior do substrato favorece os cavadores pelo tamponamento do estresse físico -
químico do meio ambiente e pela proteção contra os predadores. A movimentação de
apêndices como o pé em bivalvos, a probóscide em poliquetas e as patas em
crustáceos são fundamentais para a escavação ao aumentar a fluidez do substrato.
Para cavadores como poliquetas e bivalvos a concentração de fluídos da hemocele,
na probóscide ou no pé, permite a ancoragem dos animais no substrato, possibilitando
que o corpo seja “puxado” para o interior do sedimento durante a escavação.
Ocorrem cavadores num grande número de famílias de bivalvos, poliquetas e em
vários outros grupos de invertebrados bentônicos. Os poliquetas cavadores da fam.
Nephtyidae, Glyceridae e Arenicolidae cavam utilizando a faringe e contrações do
corpo. A faringe incha como um balão e ancora o animal, então o corpo é puxado. O
mesmo ocorre em Echiuridos e Priapulidos.
Os bivalvos utilizam o pé para escavar e através da dilatação da base do pé no interior
do sedimento ocorre a ancoragem no substrato, a partir das qual os músculos
contratores puxam o corpo do bivalvo. Os anfípodos Corophium e Bathyporeiapus
cavam superficialmente o substrato utilizando suas patas articuladas.
Cavadores superficiais como Emerita e Donax (Fig. 2A, 2B) e cavadores profundos
como Mesodesma, realizam migrações mareais aproveitando a dinâmica de praias
arenosas. Em ambientes protegidos como enseadas ou baías costeiras o bivalvo
Tagelus plebeius, que escava profundamente no substrato (mais de 50 cm de prof.)
em fundos dominados por sedimentos finos, possui o manto “selado” para evitar a
entrada de lama no interior do corpo.
Construtores de tubos
São considerados construtores de tubos (“tube builders”) os organismos cujos tubos
sobressaem na superfície do sedimento (Fig. 2C, 2D). Ex. poliquetas Diopatra, Eunice,
Clymenella. Diferenciam-se dos cavadores pela função ecológica de seus tubos que,
em densas concentrações, alteram a circulação da água, modificam a sedimentação
aumentando a deposição de finos, criam microhábitats em volta dos tubos para onde
são atraídas bactérias e integrantes da meiofauna, além de comedores de depósito e
predadores pertencentes a macrofauna.

150
Organismos perfurantes
Perfurantes de Material Inorgânico: após o assentamento vivem exclusivamente no
interior de fundos consolidados. Entre os perfurantes de rochas calcáreas, lama
endurecida e arenitos predominam os moluscos Pholadidae (Fig. 2E). Os bivalvos
perfurantes iniciam a escavação após o assentamento larval e vão aumentando suas
tocas a medida que crescem. A perfuração do substrato se dá a partir de movimentos
rotatórios das valvas. Estes organismos ficam enterrados de modo permanente, caso
sejam retirados não conseguem escavar uma outra toca. São espécies que se
alimentam de fitoplancton.
A
B
C
D
E
F
Figura 2. Exemplos de organismos cavadores: A, Emerita brasiliensis; B, Donax hanleyanus.
Exemplos de organismos construtores de tubos: C, Diopatra sp. (Polychaeta); D, Riftia
pachyptila. Organismos perfurantes de material inorgânico E, Pholas sp (Mollusca) e F,
de madeira, Bankia fimbriatula.(Fonte: Leonir André Colling).
Entre os perfurantes as esponjas do gen. Clyona estas emitem pseudópodos que
introduzidos no substrato calcáreo (pode ser concha de moluscos) liberam enzimas

151
com elevada acidez com pH semelhante ao ácido clorídrico. Causam grandes
prejuízos aos criadores de ostras.
Perfurantes de Madeira: entre os crustáceos encontram-se os isópodos do gen.
Limnoria e anfípodos do gen Chelura. Estes peracáridos realizam uma escavação
superficial da madeira não causando prejuízos econômicos significativos.
Os bivalvos perfurantes da família Teredinidae (Teredo navalis, Lyrodus pedicellatus,
Bankia fimbriatula, B. setacea e B. indica, entre outros), por outro lado, tem um efeito
devastador sobre madeiras submersas (Fig. 2F). Existem registros de ataques de
perfurantes 350 A. C. por Theophrastus. Colombo na sua 4 o . viagem perdeu todos
seus navios devido aos Teredinidae. Em 1730 houve a invasão dos diques
Holandeses por bivalvos perfurantes. Em 1914 organismos perfurantes causaram
sérios prejuízos na baia de São Francisco (estuário de origem tectônica). O ataque
dos perfurantes é bastante sério em regiões tropicais, especialmente, em países
asiáticos (no Japão é proibido jogar madeira no mar).
Nos Teredinidae a concha está reduzida a duas valvas anteriores pequenas. O corte
da madeira é efetuado por um golpe inicial das valvas, enquanto que o extremo
anterior do corpo é fixado na cova através do pequeno pé. O manto, que compreende
a maior parte do corpo atrás das valvas, produz um revestimento calcáreo no túnel. Os
Teredinidae possuem sifões longos e finos que sobressaem na superfície da madeira,
sendo a entrada da toca fechada pelas paletas quando os sifões se retraem. Este
grupo utiliza a madeira escavada como alimento. O estômago possui nestes casos um
ceco para o armazenamento da celulose e uma seção da glândula digestiva está
especializada para tratar partículas de madeira. A importância da celulose e do
fitoplâncton na alimentação reflete-se no tamanho do ceco e das brânquias nos
diversos grupos desta família. Bactérias que digerem celulose ocorrem no trato
digestivo dos Teredinidae. Graças a reserva de glicogênio os Teredinidae pode
sobreviver anaerobicamente por um longo período. O animal é capaz de retirar energia
do glicogênio na ausência de O
2
. É necessário manter a espécie mais de 30 dias
exposta ao ar para ser obtida a extinção destes organismos.
O controle dos Teredinidae, tanto em termos de eficiência como de economia, deve
ser feito durante a vida larval. A partir de uma infestação registrada no verão de 2005,
a região estuarina da Lagoa dos Patos foi invadida pelo Teredinidae Bankia
fimbriatula, espécie que vem causando sérios prejuízos aos pescadores artezanais
devido a infestação de trapiches e embarcações. A colonização de B. fimbriatula
coincidiu com a intensa salinização registrada na região estuarina da Lagoa dos Patos,

152
decorrente da estiagem que ocorreu no Rio Grande do Sul no verão de 2005. Esta
espécie seguiu ocorrendo em grande número e causando prejuízos durante 2006 e
2007, havendo localidades habitadas por pescadores, como a Torotama, em que
100% dos calões dos trapiches e 50% do fundo das embarcações tiveram que ser
trocados devido as perfurações de B. fimbriatula (que é denominada de “broca” pelos
pescadores artesanais).
Para evitar as infestações são utilizadas pinturas com tintas tóxicas, que vão
lentamente liberando substâncias tóxicas na água. O estudo da biologia da espécie
torna o controle do assentamento mais econômico e menos prejudicial ao meio
ambiente. É importante conhecer quais são as espécies infestantes, qual o efeito das
mesmas, a taxa de crescimento, a época da reprodução, a duração da vida larval, a
profundidade de maior ataque, a face de maior infestação e a cor do substrato
(fototaxia da larva).
3. Amostragem dos organismos bentônicos
Os estudos em ecologia aquática visam principalmente conhecer os fatores
responsáveis pela distribuição e abundância dos organismos. Dentre as distintas
etapas que envolvem os trabalhos científicos em ecologia aquática a etapa de
obtenção de dados ou amostras, a amostragem, é considerada fundamental. A
eficácia de um plano de amostragem está relacionada com a possibilidade que se
ofereça uma generalização satisfatória da população, a partir da obtenção de
amostras.
A qualidade dos dados obtidos através da amostragem é que irá determinar o nível
dos resultados alcançados pelo trabalho. Tratamentos estatísticos refinados ou uma
redação elegante não poderão qualificar dados ou amostras incorretas ou de baixa
confiabilidade.
Um embasamento teórico sobre amostragem é necessário para evitar o desperdício
de esforço amostral em excesso ou pela obtenção de dados praticamente sem
utilidade ou inconclusivos. Para o desenvolvimento de um plano amostral deve haver a
preocupação com: o que amostrar; o quanto amostrar; como e onde amostrar.
3.1. Tipos de amostragem
A amostragem em ecologia aquática deve, inicialmente, ser caracterizada quanto aos
seus objetivos e as condições em que pode ser efetuada.

153
3.1.1. Qualitativa
A elaboração de levantamentos taxonômicos sem quaisquer medidas de abundância.
Para estes estudos as amostragens devem tentar cobrir o maior número de hábitats e
situações possíveis buscando intencionalmente a coleta do maior número de
exemplares.
3.1.2. Quali-quantitativa ou semi-quantitativa
Elaborar um levantamento, com medidas de abundância relativas. Para esta
finalidade as amostragens devem operar de forma padrão em todos os tipos de
hábitats ou substratos a serem investigados.
3.1.3. Quantitativas
Estimar o número e/ou biomassa por unidade de área, podendo-se fazer comparações
e inferências sobre as diferenças espaço-temporais nos parâmetros. São as
amostragens quantitativas. A complexidade e o esforço amostral neste tipo de estudo
são comparativamente bem maiores do que nos dois anteriores.
3.2. Amostradores de ambientes profundos
O tipo de aparelho utilizado para a execução da amostragem deve ser escolhido de
acordo com os objetivos do trabalho, área de estudo, operacionalidade, eficiência e
custo do amostrador e da amostragem (tempo, pessoal, embarcação, etc.). Em
algumas situações a amostragem por equipamentos convencionais (i.e. dragas, redes,
pegadores de fundo etc.) é praticamente impossível, nestes casos o emprego da
fotografia, televisão e submersíveis constitui-se na única alternativa.
3.2.1. Equipamentos de arrasto
Os equipamentos de arrasto são desenhados para realizar a coleta percorrendo o
fundo através de um cabo. São desenhados para obter o melhor desempenho sendo
rebocados de forma que o cabo trabalhe mantendo-se paralelo ao fundo. Desta
maneira recomenda-se que o comprimento do cabo corresponda entre 3 e 4 vezes a
profundidade do local do lance. Estes tipos de equipamentos são considerados semiquantitativos
por permitir comparar a abundância dos organismos entre diferentes
locais, não referidos a uma unidade de superfície, mas a uma mesma unidade de
esforço de amostragem.
Para validar as comparações, se recomenda que os lances de cada local de coleta
sejam efetuados sob as mesmas condições operacionais, observando sempre a

154
relação entre o comprimento do cabo e a profundidade e utilizando o mesmo tempo do
arrasto e a uma velocidade padrão (~ 1 nó). Os principais tipos de aparelhos são: 1)
Redes e barras de arrasto ou “Beam trawl” 2) Trenós epibênticos 3) Dragas de arrasto.
Beam-trawls e similares
Este equipamento é empregado em coletas qualitativas e semi-quantitativas da
epifauna. As redes, representadas principalmente pelas camaroneiras de portas,
possuem a vantagem de poder efetuar amostras de mega-bentos de alta mobilidade
por poder ter aberturas de boca de vários metros.
Possuem uma barra transversal metálica que mantém a boca do equipamento aberta
(Fig. 3). Nas extremidades da barra dois deslizadores laterais, que funcionam como
esquis, evitam o enterramento do aparelho. São utilizados na pesca comercial de
invertebrados e peixes bentônicos.
Uma das desvantagens é que a largura da boca pode variar em função da intensidade
das correntes entre um local e outro. Por isso para invertebrados de fundo é comum o
uso das redes de barra ou “beam trawl” que consistem de barras de ferro com
deslizadores laterais que mantém a abertura da rede numa largura constante (Fig. 3).
As barras de arrasto tem tamanhos que variam entre 3 e 6 m de largura e são mais
simples de manobrar a bordo.
Caso seja necessário, tanto para as redes de porta como em algumas barras de
arrasto, existem recursos para aumentar sua capacidade de escavação, utilizando
correntes na tralha inferior.
Figura 3. Draga de arrasto de fundo (beam-trawl).

155
Trenós epibênticos (Bottom sledges)
São desenhados para não se enterrar no substrato, sendo mais eficientes na captura
de pequenos organismos que vivem na camada superficial, principalmente crustáceos
peracáridos, larvas e formas juvenis de variados tipos de organismos. A malha dos
sacos de coleta geralmente varia entre 0,5 e 1 mm.
Podem coletar organismos na interface coluna d’água-sedimento. Possuem
deslizadores laterais e a boca com uma moldura metálica larga. Podem apresentar
sistemas de fechamento do saco e fluxômetros (Fig. 4). Existem modelos desenhados
para fazer coletas múltiplas, possuindo sacos com diferentes tamanhos de malha,
odômetro e câmaras fotográficas
Figura 4. Bottom-sledges, com destaque para a boca com estrutura metálica e deslizadores
laterais.
Dragas de arrasto e dragas âncora
São instrumentos para amostragem semi-quantitativa para epifauna e infauna. As
dragas de arrasto podem ser divididas em três tipos: a) Dragas de arrasto retangulares
simples, cuja profundidade de escavação depende do grau de dureza ou compactação
do substrato. b) Dragas âncora, desenhadas para escavar profundamente no substrato
através de lâminas inclinadas. c) Dragas para substratos consolidados, reforçadas, e
desenhadas para conseguir raspar ou coletar pedaços de rochas.
Construídas com uma boca metálica bastante resistente. Podem operar em fundos
moles, biodetríticos e até consolidados. Neste caso são utilizados anéis metálicos no
saco da draga. A profundidade de escavação do aparelho depende da orientação das
lâminas da boca. Comumente usada, a Draga tipo Piccard (Fig. 5A) é um exemplo
deste tipo de amostrador.

156
Nas dragas-âncora (Fig. 5B) placas metálicas horizontais na boca podem apresentar
um ângulo inclinado em relação à superfície do sedimento, provocando a penetração
no substrato que pode ser ou não limitada. Em geral não são arrastados por longas
distâncias. São baixados ao fundo com embarcação a deriva ou em baixa velocidade.
A
B
Figura 5. Draga. A, tipo Piccard; B, Âncora de Sanders.
Uma desvantagem destas dragas é que em fundos arenosos compactados o
preenchimento da draga se efetua após um maior percurso de arrasto em relação ao
curto percurso em que se completa o enchimento nos fundos lamosos, devido à maior
escavação da draga. Estas condições determinam diferenças consideráveis na
avaliação da abundância de organismos entre locais que apresentam diferentes tipos
de substrato. Este inconveniente pode ser atenuado modificando o desenho ou
incorporando estruturas, que limitem a excessiva profundidade de escavação em
fundos lamosos.
Estas modificações são mais efetivas nas chamadas dragas âncora, que são
desenhadas para escavar profundamente no substrato através de lâminas inclinadas.
Sua eficiência de escavação depende do tamanho, peso, largura das lâminas e ângulo
de inclinação.
Para as dragas de arrasto qualitativas ou semi-quantitativas é importante padronizar o
tempo e a velocidade de arrasto e evitar a repleção do sedimento.
3.2.2. Cilindros (mergulho), tubos extratores, placas metálicas
Estes equipamentos fornecem estimativas quantitativas bastante precisas das
assembléias, ainda mais quando é padronizada a profundidade de enterramento. Os
tubos extratores permitem a retirada de seções transversais da amostra.

157
3.2.3. Amostradores que funcionam por sucção
Utilizados em áreas onde é possível o mergulho autônomo, estes amostradores são
operados manualmente. A aspiração se realiza por injeção de ar comprimido no
extremo inferior de um tubo de maneira que as bolhas arrastam a água através dele,
aspirando o substrato junto com os organismos. A ponta do tubo possui um cilindro
amostrador que o mergulhador enterra para delimitar a amostra a ser aspirada. A
amostra é recolhida no extremo superior em um recipiente de malha fina (0,5 a 1mm)
conectado em um saco plástico onde os organismos ficam retidos.
3.2.4. Pegadores de fundo
Os pegadores de fundo são desenhados para funcionar descendo verticalmente
através de um cabo e quando o pegador toca no fundo é acionado um mecanismo de
desengate, após o qual, a força exercida pelo cabo, ao ser puxado verticalmente,
aciona o fechamento do pegador. Estes instrumentos são considerados quantitativos
por coletar um número de organismos correspondentes a uma determinada unidade
de área.
Pegadores mordentes ou de garras
Neste sistema de amostragem o aparelho é lançado a partir de um cabo vertical e
morde o substrato de modo similar a uma escavadeira. Os pegadores tipo Petersen
(Fig. 6A) funcionam bem em fundos pouco compactados. Apresenta problemas de
fechamento em locais mais firmes, pois depende do peso do aparelho para o
enterramento. Já os pegadores tipo van Veen (Fig. 6B) tem o funcionamento facilitado
pela existência de braços fusionados a cada pá que funcionam como um sistema de
alavancas.
Testes indicaram que o pegador de van Veen apresenta maior eficiência de captura
que o de Petersen. Mesmo com esta vantagem, os dois tipos de pegadores
apresentam problemas de eficiência de captura em substratos arenosos, onde os
aparelhos têm menor penetração. A capacidade de penetração destes modelos de
pegadores pode ser melhorada com o uso de lastros de chumbo que aumentam o
peso do instrumento.
Os pegadores tipo Smith-McIntyre (Fig. 6C) possuem seu sistema montado no interior
de uma estrutura metálica que aumenta a estabilidade do pegador no fundo. As pás
são enterradas no substrato através do disparo de duas molas.

158
A limitação dos pegadores de fundo é a profundidade de enterramento e o percurso
circular percorrido pelas pás no interior do sedimento.
A
B
C
Figura 6. Exemplos de pegadores de fundo: A, Draga de Petersen; B, Draga tipo van Veen e;
C, Draga de Smith-McIntyre.
Box-corers
São caixas ou cilindros vazados que penetram no sedimento por mecanismos de
disparo ou pela força gravitacional (Fig. 7). São equipamentos mais eficientes, mas
são bastante pesados de construção mais complexa e custo elevado.
4. Peneiramento
A maior parte dos estudos sobre Bentos compreende a coleta de macrofauna.
Usualmente as amostras consistem em um volume considerável de sedimentos de
onde devem ser retirados os organismos, o que é realizado por peneiramento.
Na maior parte dos casos o processamento das amostras inicia no campo. A bordo,
um dos problemas que se apresenta é a necessidade de efetuar o lavado da amostra.
A tarefa em geral é demorada e dificultosa devido às condições instáveis que
geralmente se apresentam no convés. Para facilitar a tarefa e evitar perda de material

159
é recomendado o uso de cavaletes especiais com estruturas de suporte para
acondicionamento das peneiras e aparelhos projetados para a lavagem da lama.
Figura 7. Exemplo de um amostrador de fundo tipo Box-cores e esquema de funcionamento.
Em geral, é recomendado que, na medida do possível seja utilizada a malha de 0,5
mm de poro para a separação de macrofauna, principalmente quando os objetivos da
pesquisa incluem a avaliação de exemplares juvenis. Entretanto nas amostras de
plataforma, onde geralmente a granulometria é fina e o volume das amostras
considerável, a operação de peneiramento com malha de 0,5 mm pode prejudicar
operacionalmente as tarefas por exigir uma considerável demanda de tempo e
esforço. Neste caso, podem ser utlizadas malhas com 1 mm de abertura e, se
possível, empregadas sub-amostras peneiradas com malha de 0,5 mm para avaliar as
possíveis perdas ocasionais pelo uso da malha de maior tamanho.

160
VII. Organismos Nectônicos
Santiago Montealegre-Quijano, Luiz Felipe Cestari Dumont & Denis Dolci,
1. Introdução
Os organismos do nécton são animais com capacidade de natação livre que, em
contraste com o plâncton, são suficientemente fortes para nadar contra as correntes e
direcionar seu rumo sendo, portanto, independentes dos movimentos da água
(Lerman, 1986; Lalli e Parsons, 1993). Os peixes representam a maior porção dos
organismos do nécton, embora grandes crustáceos, lulas e outros cefalopodos,
serpentes marinhas, tartarugas marinhas, e mamíferos marinhos possam ser espécies
dominantes em certas áreas. Algumas aves oceânicas são incluídas nesta categoria
também, entre elas os albatrozes, petreis, gaivotas e aves tropicais, todas elas
dependentes do mar, exceto para nidificar (Lalli & Parsons, 1993).
Os grandes animais do nécton podem ter profunda influência nas comunidades
marinhas em termos de depredação. Da mesma forma, muitas das espécies
epipelágicas figuram de forma importante nas capturas da pesca comercial. Na
atualidade os peixes dominam as capturas marinhas, e as lulas estão sendo
capturadas em números crescentes. A captura de mamíferos aves e tartarugas
marinhas está diminuindo, pois a opinião pública para a conservação de muitas
dessas espécies cada dia exerce maior pressão (Lalli & Parsons, 1993).
Os organismos do nécton podem ser classificados em relação à sua função trófica no
ecossistema, como planctíboros, (sardinhas, algumas baleias, etc), herbívoros (peixes
recifais, manaties, algumas tartarugas); ou carnívoros (a grande maioria das espécies
do nécton). Também, em função do ambiente ocupado, o nécton pode ser classificado
como demersal (animais que permanecem no fundo) ou pelágico (animais que
permanecem na coluna de água). O nécton pelágico pode ainda ser subdividido em
relação à profundidade da camada pelágica na qual permanece a maior parte do
tempo como: epipelágico (até 200m), mesopelágico (200 a 1000 m), batipelágico
(1000 a 4000) ou abisal (> 4000 m). No plano horizontal, a fauna do nécton pode ser
classificada como nerítica (animais costeiros) ou oceânica (animais encontrados além
da plataforma continental).
2. Pesca e pescarias
A pesca é a extração de organismos aquáticos do seu meio natural para diversos fins,
tais como a alimentação humana, a recreação (pesca recreativa ou pesca desportiva),

161
a ornamentação (captura de espécies ornamentais), ou para fins industriais, onde se
inclui a fabricação de rações alimentícias para animais e a produção de substâncias
com interesse para a saúde, como o óleo de fígado de peixe (especialmente o óleo de
fígado de bacalhau). Esta definição engloba o conceito de aqüicultura em que as
espécies capturadas são inicialmente criadas em instalações apropriadas, como
tanques, gaiolas ou viveiros.
Os termos: “pesca” e “pescaria”, não devem ser confundidos. Embora sejam com
freqüência usados como sinônimos, para cientistas e administradores pesqueiros,
possuem diferentes significados. Enquanto que a pesca é o próprio ato de capturar
animais aquáticos ou de os criar, uma pescaria é o conjunto do ecossistema e de
todos os meios que nele atuam para capturar uma espécie ou um grupo de espécies,
como os barcos e artes de pesca. O termo pescaria aplica-se à atividade pesqueira
que é excercida em um determinado lugar como por exemplo, pescaria do Mar do
Norte, pescaria do Sul do Brasil, etc. Também o termo pescaria é utilizado para
distinguir as operações de barcos que se especializam na captura de uma espécie ou
de um grupo de espécies, como por exemplo pescaria de atuns, pescaria da lagosta,
pescaria de camarões, etc. Também, o termo pescaria pode indicar o sistema de
pesca empregado,como por exemplo pescaria de arrasto, pescaria de espinhel,
pescaria de cerco,etc. (Gimenez, et al., 1993). Logicamente essas conotações estão
todas interligadas e nesse sentido o termo é suficientemente flexível, como por
exemplo a pescaria de arrasto de camarão do sul do Brasil, ou a pescaria de arenque
do Mar do Norte, a pescaria de anchoveta do Peru e do Chile, a pescaria recreativa de
achigã (black bass) no lago Ontário, etc.
2.1. Classificação das pescarias
A definição de alguns conceitos é importante para que as atividades pesqueiras
possam ser classificadas e, portanto melhor compreendidas. Os principais tipos de
pescarias são:
2.1.1 Pescarias industriais
Intenso capital econômico envolvido. São usados barcos relativamente grandes com
alto grau de mecanização, que incluem dispositivos de procura por cardumes e de
navegação. Nestas pescarias o nível de produção e a captura por unidade de esforço
são normalmente altas.

162
2.1.2. Pescarias de pequena escala
Pesca onde o trabalho humano é intenso, usando barcos relativamente pequenos com
pouco capital e pouco equipamento. Frequentemente é uma atividade familiar,
podendo ser comercial ou de subsistência.
2.1.3. Pescaria artesanal
Pescarias tradicionais, administradas pelos próprios pescadores, onde se usa pouco
capital e esforço de pesca reduzido, operando em viagens de curta duração e produto
destinado ao consumo local. Na prática a pescaria artesanal varia muito entre os
países, podendo ser representada por coletores manuais de organismos (moluscos,
por exemplo) ou canoas operadas por um único pescador. A pescaria artesanal pode
ser de subsistência ou comercial, gerando conflito com as atividades industriais já que
em muitos casos compartilham o mesmo recurso.
2.1.4. Pescaria esportiva ou recreacional
Explotação do recurso para o uso pessoal, lazer ou pelo desafio em si. Pescaria
recreativa não inclui a venda, troca ou qualquer negociação do produto.
2.1.5. Pescaria comercial
Pescaria desenvolvida com o intuito de obtenção de lucro, com produto destinado a
algum mercado ou indústria.
2.1.6. Pescaria de subsistência
O pescado é dividido e consumido entre as famílias dos pescadores, ao invés de ser
comercializado. Pescarias de subistência puras são raras, pois o produto normalmente
é vendido ou trocado por serviços ou bens.
2.1.7. Pescaria tradicional
Pescaria estabelecida há um longo período na qual as regras e os métodos de pesca
foram desenvolvidos pelos pescadores. Refletem traços culturais das comunidades
sendo influenciadas por fatores religiosos ou sociais. O conhecimento é transmitido
entre as gerações pela palavra, sendo normalmente de pequena escala ou artesanal.
2.2. Estado das pescarias mundiais
A produção pesqueira atingiu 95,0 milhões de toneladas em 2005, representando um
aumento de 5% em comparação com o ano de 2003, quando as capturas declinaram
para 90,5 milhões de toneladas (Fig. 1). As capturas mundiais, somadas ao volume da

163
produção em cativeiro, forneceram 106 milhões de toneladas de frutos do mar em
2004 desconsiderando a China, enquanto estimativas de 142 milhões de toneladas
foram produzidas no total, resultando em aproximadamente 16,6kg de pescado por
pessoa o que representa um novo recorde nas estatísticas. Deste total, a aqüicultura
representa 43%. Excluindo a China, o consumo cresceu 0,4% por ano desde 1992. No
mundo inteiro, a produção pesqueira forneceu alimento para 2,6 bilhões de pessoas
com pelo menos 20% de sua dieta baseada em proteína animal. A China é o maior
produtor, com uma produção reportada de 47,5 milhões de toneladas (16,9 e 28,4, da
pesca e aqüicultura, respectivamente), resultando em um consumo per capta de 28,4
kg.
Figura 1. Produção mundial de pescado (Fonte: FAO, 2007).
A produção mundial, oriunda da captura por pesca, atingiu 95,0 milhões de toneladas
em 2005, com um valor estimado de 84,9 bilhões de dólares. China, Peru e Estados
Unidos são os maiores produtores (Fig. 2).
As capturas têm se mantido relativamente estáveis durante a última década, exceto
por variações causadas por eventos naturais como o El Niño no Pacífico Sudeste que
reduziu drasticamente a produção de anchoveta peruana. As principais espécies
exploradas no mundo pertencem aos grupos dos peixes, dos crustáceos e dos
moluscos. No entanto, são também cultivados e capturados pelo homem, várias
espécies de crocodilos, batráquios (principalmente rãs), mamíferos marinhos
(principalmente baleias) e algas.

164
Figura 2. Produção pesqueira discriminada por país (Fonte: FAO, 2007).
As capturas por espécie registram um aumento drástico nas estatísticas dos camarões
e cefalópodes (47,2% e 28,4%) e ao final da última década ambos atingiram a marca
de aproximadamente 4 milhões de toneladas cada. Entretanto, a espécie mais
capturada mundialmente, é de longe, a anchoveta do Pacífico, atingindo valores de
aproximadamente 11 milhões de toneladas (Fig. 3).
Figura 3. Produção pesqueira das principais espécies individuais mundialmente capturadas
(Fonte: FAO, 2007).
Durante as últimas três décadas o número de pescadores e aqüicultores cresceu a
uma taxa mais elevada do que o crescimento da população mundial e mais do que o
crescimento da oferta de trabalho na agricultura. Em 2004 estima-se que 41 milhões
de pessoas trabalharam produzindo pescado (pesca mais aqüicultura), sendo a

165
maioria em países em desenvolvimento. Destes 41 milhões, aproximadamente 10
milhões estiveram empregados na aqüicultura.
A frota pesqueira mundial está estimada em 4 milhões de barcos, sendo 1,3 milhões
cabinados e 2,7 milhões de embarcações abertas. Muitos países adotaram medidas
para limitar o crescimento das frotas nacionais, como forma de manter a pesca
economicamente viável para as empresas que exploram o recurso.
Assim como o esforço pesqueiro parece estar estabilizado, o nível de exploração dos
estoques também parece estar estável. Ao longo dos últimos 10-15 anos, a proporção
de estoques sobre-explorados se manteve constante, após mostrar um drástico
aumento durante as décadas de 70 e 80. Aproximadamente ¼ dos estoques
pesqueiros estão sub-explorados e poderiam produzir mais, enquanto que metade dos
estoques já se encontram em sua capacidade máxima de exploração.
Algumas décadas atrás, os esforços públicos foram concentrados no sentido de
desenvolver as pescarias e a aqüicultura mundial, assegurando o crescimento da
produção e do consumo de produtos pesqueiros. Até que na década de 80, à medida
que vários recursos ficaram plenamente explorados e sobre-explorados, os órgãos
tomadores de decisão começaram a mudar o foco da produção para o manejo
sustentável dos estoques pesqueiros. A aqüicultura continua a se desenvolver
mundialmente, enquanto que a pesca parece ter atingido o seu potencial máximo.
3. Métodos de coleta de nécton
Para fins científicos, os métodos de coleta de nécton são os mesmos disponíveis na
pesca comercial ou esportiva. De acordo com Sainsbury (1996), vários fatores devem
ser considerados para a escolha do método. Entre os principais aspectos estão: 1) a
especificidade do grupo de peixes a ser coletado, pois as espécies variam nos seus
padrões de atividade, nas suas necessidades ecológicas e nos seus hábitos e
comportamento; 2) as características do ambiente a ser amostrado, pois a eficiência
dos métodos de pesca está diretamente relacionada a este fator; 3) a profundidade de
coleta, pois diferentes métodos de pesca estão desenhados para atuar em
determinadas camadas de profundidade; 4) aspectos técnicos como a seletividade dos
aparelhos de pesca.
Uma classificação encontrada na literatura agrupa os métodos de pesca em passivos
e ativos. Os métodos de coleta passiva incluem aparelhos que não são movimentados
pelo homem ou por máquinas, nos quais os peixes ou outros animais aquáticos ficam

166
enredados ou presos (Hubert, 1983). Os métodos de coleta ativa capturam peixes ou
invertebrados como se fossem “peneirados” do meio aquático por meio de rede que
são ativamente movimentadas pelo homem ou máquinas (Hayes, 1983). Entretanto,
essa classificação não é de uso comum e pode ser controversa. A FAO estabeleceu
em julho de 1980 a classificação internacional padronizada dos métodos de pesca
(ISSCFG), na qual os principais métodos de pesca comercial são agrupados em 13
categorias, sem fazer distinção entre métodos passivos e ativos. No presente manual,
os métodos de pesca utilizados desde embarcações são apresentados seguindo os
critérios da classificação internacional proposta pela FAO.
3.1. Redes de cerco
Como o próprio nome o indica, as redes de cerco são aparelhos utilizados para cercar
os peixes. Estas artes de pesca possuem dimensões que permitem a captura massiva,
mas não seletiva, de espécies pelágicas que formam cardumes. O comportamento de
formação de cardumes torna as espécies particularmente vulneráveis à pesca com
redes de cerco (King, 1995).
As redes de cerco são desenhadas para serem puxadas formando um arco ao redor
dos peixes. O aparelho consiste basicamente de um longo painel de rede, que possui
flutuadores na tralha superior e lastros e argolas na tralha inferior, que fica estendido
verticalmente pelo poder de flutuação da tralha superior e do peso da tralha inferior
(Figura 4). Pelas argolas da tralha inferior passa um cabo, denominado carregadeira,
que permite fechar a rede por baixo, formando um saco onde o peixe fica retido.
Quando os peixes são localizados, com ajuda de equipamentos acústicos como sonar
ou ecossonda, ou inclusive em com visualização aérea mediante sobrevôos de
helicópteros, uma extremidade da rede é fixada a uma bóia ou a um bote menor, e o
navio começa a lançar a rede enquanto navega rapidamente descrevendo um arco ao
redor do cardume até completar os 360º de circunferência. A rede fica armada com o
formato de um cilindro. Nesse momento as duas extremidades são içadas e inicia-se o
recolhimento da “carregadeira”, que fecha o fundo do cilindro, e evita que os peixes
escapem por baixo. Parte da rede é recolhida e o pescado fica confinado no
ensacador da rede (Fig. 4).
Normalmente a tralha superior flutuante sustenta a rede desde a superfície, porém
existe um tipo de rede de cerco que a tralha superior fica submersa à meia água,
sustentada por bóias através de cabos.

167
Algumas espécies capturadas com redes de cerco e respectivas frotas são sardinhas,
enchovas e tainhas (Brasil/ Europa/ Estados Unidos/ Rússia), anchoveta (Peru/ Chile),
anchoita (Argentina), savelha (Estados Unidos), bonito (Estados Unidos/ Rússia/
Japão/ Noruega), atum (Estados Unidos/ Rússia/ Japão/ Noruega) e salmão (Estados
Unidos/ Rússia/ Japão).
Figura 4. Esquema de um barco utilizando a rede de cerco, após ter completado a
circunferência com a rede e no ato do puxar a carregadeira para fechar o fundo do
cilindro (Fonte: fao.org).
3.2. Redes de arrasto
As redes de arrasto são utilizadas para capturar peixes e outros animais aquáticos
quando rebocadas por uma ou duas embarcações. É uma arte de pesca pouco
seletiva. Estas redes têm formas cônicas, em cuja abertura horizontal anterior
denominada de boca, penetra o pescado direcionado pelas asas, passa pelo corpo
localizado na parte central da rede, e fica confinado na parte posterior denominada de
copo ou saco (Fig. 5). O volume das capturas é determinado pelas dimensões e
conformação da rede, e pelo tempo do arrasto. A eficiência da arte de pesca de
arrasto depende do sistema de propulsão, do sistema de abertura horizontal da rede e
do tipo e formato da rede (Fig. 5).
Propulsão: As artes de pesca de arrasto dependem do poder de tração das
embarcações. Quanto maior o poder de tração, teoricamente maiores serão as redes
que podem ser rebocadas.

168
Sistema de abertura horizontal: As redes de arrasto quando rebocadas por dois
barcos, cada um puxa numa extremidade. A distância entre os barcos e o
comprimento do cabo que os une à rede determinará a abertura horizontal. Quando
rebocadas por uma embarcação, sem dispositivo de abertura, a tendência da rede é
de fechar a abertura horizontal diminuindo a sua eficiência, precisando por tanto de um
dispositivo para abri-la horizontalmente e permitir a entrada do pescado. Estes
dispositivos podem ser: a) uma estrutura rígida ou armação que permita que a rede
fique aberta na horizontal, dragas; b) uma vara estendida entre as suas duas
extremidades anteriores, “beam-trawl”; c) uma estrutura hidrodinâmica, que rebocada,
sob ação da água, permita que a rede fique aberta horizontalmente, estas estruturas
são denominadas de portas.
A arte de pesca: As redes de arrasto são usadas para capturar diversas espécies de
animais demersais e pelágicas. Assim, cada arte de pesca tem as características de
formato e método de captura específica para cada espécie ou grupos de espécies com
comportamentos semelhantes.
Figura 5. Típica rede de arrasto sendo operada, onde se ilustra o sistema d epropulsão por um
único barco, sistema de abertura horizontal da rede por portas e o tipo de rede de
arrasto de fundo. Na parte inferior se apresenta um esquema com as principais partes
da rede de arrasto (Fonte: fao.org).

169
Segundo Gamba (1994), ao dimensionar uma rede de arrasto, para ser rebocada por
uma embarcação, deve-se procurar obter um equilíbrio perfeito entre a rede e o bote,
pois esta harmonia redundará em melhor eficiência de captura, economia na sua
construção, perfeita operação e diminuição do consumo de combustível. As redes de
arrasto possuem formato de cone, composto por um painel superior que constitui o céu
da rede, um painel inferior que constitui o fundo, e dois painéis laterais. A construção
destas redes é guiada por plantas (Fig. 6), onde são especificadas as dimensões de
cada painel, o número de panos utilizados, o tamanho das malhas nas diferentes partes
da rede, o material e outras informações técnicas necessárias.
Figura 6. Planta da rede de arrasto utilizada no N/Oc “Atlântico Sul”, durante o projeto de
seletividade realizado nos anos 1980 e 1981 A linha tracejada no meio separa o painel
superior (esquerda) e inferior (direita). (Fonte: Vooren, 1983).
Em linhas gerais, a rede é lançada ao mar e rebocada a uma velocidade em torno de
2.0 a 5.0 nós, dependendo da espécie alvo. O diâmetro do fio e o tamanho da malha no
pano da rede dependem das espécies alvo. Assim, as redes destinadas à captura de

170
camarão possuem fios e malhas menores, do que as redes de arrasto destinadas à
captura de peixes. A profundidade de arrasto depende da velocidade de arrasto e do
comprimento, peso e diâmetro do cabo real (Fig. 5), no entanto, o valor mínimo da
relação entre cabo real e profundidade é de dois para um.
As embarcações para pesca com redes de arrasto variam conforme os diversos tipos
de fainas de pesca. As embarcações podem ser de pequeno porte, menor que 18m,
médio porte e grande porte, maiores que 36 m. As embarcações de pequeno porte,
normalmente desenvolvem as atividades em águas interiores e costeiras, são providas
de casa de comando com equipamento de navegação e hidroacústico para localização
dos cardumes; o convés com guinchos, pescantes, polias para distribuição dos cabos
no lançamento e recolhimento da rede. O pau de carga ou monkeys auxiliam na
despesca. O pescado é conservado em gelo. As embarcações de médio porte têm
porão para armazenamento do pescado no gelo, às vezes com câmaras frigoríficas.
As embarcações de grande porte processam e industrializam o pescado, podem ficar
vários meses no mar.
Existem numerosas modificações nas redes de arrasto, mas basicamente são
agrupadas como redes de arrasto de fundo ou redes de arrasto de meia água (FAO,
1980). O arrasto de fundo normalmente é efetuado para capturar espécies demersais
e ou sedentárias que passam a maior parte ou toda vida no fundo. Peixes, crustáceos,
moluscos e algas são capturados com estes mecanismos. Os peixes que vivem no
fundo e que têm forma achatada deslocam-se com velocidade de 4 a 5 vezes o seu
comprimento por segundo e não migram na vertical sob influência de fatores químicos
e físicos. Quando assustados por algum componente do conjunto de arrasto podem
fugir radialmente em todas as direções, porém normalmente para frente e após
enterram-se. A abertura vertical da rede de arrasto dependerá do habitat e
comportamento da espécie, para aquelas espécies com formato achatado que se
afastam até um metro acima do fundo é conveniente o uso de redes com pouco mais
de um metro de abertura vertical. Para espécies de peixes com formato pisciforme e
que vivem até cinco metros acima do fundo é conveniente o uso de redes com
abertura vertical em torno de cinco metros ou mais. Na pesca de fundo é comum o uso
de ecossonda com dispositivo de separação peixe e fundo, que refletem ecos
diferentes. O arrasto de meia água é efetuado para capturar espécies pelágicas que
formam cardumes.
Alguns aspectos operacionais e de conformação dos aparelhos são utilizados tanto em
redes de arrasto de fundo, como em redes de arrasto de meia água. Portanto,
apresentam-se aqui os tipos básicos de redes de arrasto, salientando se o uso é

171
exclusivo de um dos dois ambientes ou se pelo contrário, a rede pode ser utilizada em
ambos os ambientes.
3.2.1. “Beam-trawl” ou rede de arrasto-de-viga
Este tipo de rede de arrasto é exclusivo de fundo, usadas para capturar pequenos
peixes e crustáceos. Este tipo de rede é utilizado no N/Oc Atlântico Sul (Fig. 7). O uso
destas redes data do século VII. Foi a primeira rede de arrasto a ser rebocada por
barcos, e continua a ser utilizada em escala comercial. As embarcações para arrasto
de “beam trawl” podem trabalhar com dois ou três aparelhos de pesca, que podem ser
arrastados pleos costados e/ou pela popa do barco.
Como todas as redes de arrasto, no “beam-trawl” as redes são confeccionadas em
formato de cone, mas se caracterizam pela presença de uma viga de madeira ou
metal na boca da rede, de onde deriva o nome desse tipo de redes de arrasto (em
inglês, “beam” = viga; “trawl” = arrasto). A função da viga é manter a abertura
horizontal da boca da rede. Nas extremidades dessa viga pode haver dois estribos de
ferro adaptados de maneira a formar um ângulo reto com a viga horizontal e prover a
abertura vertical da boca da rede. Desta forma, no “beam-trawl” não são necessárias
forças hidrodinâmicas para manter a rede aberta. Entretanto, quanod não há estrivos,
a abertura vertical é proveniente das forças dos flutuadores na tralha superior, dos
lastros na tralha inferior e da força hidrodinâmica agindo na rede (Fig. 7).
O corpo destas redes é composto por dois panos de rede relativamente curtos,
costurados um ao outro. O tamanho da malha e dos fios depende do tamanho dos
peixes a serem capturados. O pano superior é costurado diretamente à vara
horizontal. O pano inferior é um pouco mais longo do que o pano superior e com
freqüência lastrado com correntes. A rede é puxada desde um cabo único, que é unido
aos extremos da vara horizontal por meio de rédeas curtas. Estas redes são
relativamente fáceis de construir e podem ser operadas em tamanhos convenientes
para diversos objetivos de amostragem de peixes, uma vez que podem ser facilmente
manobradas para evitar obstáculos (Hayes, 1983; Gamba, 1994).
Em um estudo de prospecção de um molusco bivalve no sul do Brasil, Pezzuto &
Borzone (2001) incorporaram modificações de peso e comprimento no beam-trawl, no
intuito de padronizar a eficiência da rede. A abertura de boca da rede foi de 2,0 metros
de largura por 0,45 metros de altura. O peso da armação foi modificado pela adição de
chapas de ferro, variando de 40 a 140 kg. A tralha inferior, de cabo de sisal de 10 mm
ou de cabo de aço de 8 mm, teve comprimentos de 2,2 a 3,5 metros. A malha da rede
de náilon seda de 5 cm entre nós opostos.

172
Figura 7. Rede de arrasto de viga ou “beam-trawl”. Acima ilutra-se o formato geralda rede com
as suas partes principais (fao.org), e embaixo duas imagens do “beam-trawl” sendo
operado no N/Oc Atlântico Sul.
3.2.2 Rede de arrasto de portas de fundo
Na pesca de arrasto-de-portas arrasto existe necessidade de dispositivos
hidrodinâmicos que fazem com que a rede trabalhe aberta na horizontal, estes
dispositivos são denominados de portas. Basicamente as portas são duas pranchas
fortes de madeira e/ou aço, que variam em tamanho, peso e formato segundo as
dimensões da rede e potência do motor propulsor da embarcação (Gamba, 1994;
King, 1995). A rede possui formato cônico ou afunilado, e termina em um saco onde os
peixes são retidos (Fig. 8). A rede pode ser prolongada lateralmente em sua parte
dianteira por painéis de rede (asas ou mangas) posicionados na abertura, e longos
cabos (brincos) que ajudam a direcionar os peixes para a abertura do corpo principal
da rede ou túnel. Cada porta é puxada por um cabo de aço (cabo-real) e sua função é
manter aberta a boca da rede. Na boca da rede as panagens superior e inferior são
entralhadas em cabos de aço. A tralha superior é dotada de flutuadores que ajudam
na abertura vertical da boca da rede, e na tralha inferior são colocados pesos de
chumbo ou corrente que ajudam a manter o fundo da rede sobre a superfície do leito
marinho. Existem muitas modificações na confecção das redes de arrasto-de-portas

173
que dependem principalmente do alvo das capturas. Mas em termos gerais, nas asas
o tamanho de malha é maior, e esse vai diminuindo è medida que se aproxima do
saco da rede. As portas têm formato conforme o tipo de pesca, podendo ser: 1) portas
confeccionadas com longarinas e sapata larga, usada na pesca do camarão,
normalmente de uso em fundos de lama; 2) portas alto curvadas, confeccionada com
ferro, é uma porta que tem boa estabilidade a meia água e usada nesse método de
pesca; 3) porta retangular plana, que é o tipo mais comum das portas de arrasto de
fundo; 4) porta em V, que é um tipo de porta usado principalmente para fundos duros
(Fig. 8).
Figura 8. a. Rede de arrasto de fundo com portas (fao.org); b. Porta em V; c. porta quadrada
com sapata larga; d, porta alto curvada.
Gamba (1994) comenta que quando projetada uma rede de arrasto-de-portas é
necessário conhecer o número de HP e tipo de hélice do barco que vai operá-la, pois é
em função da força de reboque da embarcação que a rede e as suas portas podem
ser projetadas de modo a não sobrecarregar a força do motor do barco, tornando a
operação da rede mais eficiente e menos dispendiosa.

174
3.2.3 Rede de arrasto de portas de meia-água
Este aparelho é utilizado para capturar de peixes pelágicos em diferentes
profundidades da coluna de água. Estas redes são com freqüência mais longas do que
as redes de arrasto de fundo de portas e possuem brincos mais longos. As portas que
abrem a rede são de seção curva, desenhadas para auxiliar na estabilidade e
manobra da rede (Fig. 9). A operação de pesca está condicionada a dois instrumentos:
ecobatímetro e ecosonda de rede (Gamba, 1984). Com o ecobatímetro é localizado o
cardume, e determinada a sua profundidade na coluna de água. Em seguida o barco
volta para capturar o cardume, já rebocando a rede à profundidade registrada no
ecobatímetro, e com a ecosonda de rede é verificada a profundidade exata da boca da
rede, pois o transdutor desta ecosonda é posicionado na tralha superior da boca da
rede de arrasto. A ecosonda de rede permite observar a profundidade em que a rede
está sendo rebocada. No intuito de que a profundidade da rede coincida com a do
cardume, pode ser alterado o comprimento do cabo real ou a velocidade de arrasto.
Figura 9. Porta de seção curva e redes de arrasto de meia água (Fonte: fao.org).
3.2.4. Rede de arrasto em parelha
Neste tipo de pescaria a rede é rebocada por duas embarcações, podendo ser no
fundo ou à meia água. Diferencia-se do arrasto de portas por possuir asas mais longas
e maior abertura vertical da boca da rede. Durante a operação os dois barcos devem

175
manter velocidade de navegação e distância entre eles constante no intuito de manter
a abertura horizontal da boca da rede e para uma melhor eficiência do arrasto.
Entretanto, neste método também pode ser utilizadas portas. Este tipo de aparelho de
pesca é utilizado principalmente para a captura de peixes (Fig. 10).
Na pesca de arrasto de fundo o alvo principal é a fauna demersal, onde se destacam
os camarões e algumas espécies de peixes de importância comercial. Alguns
exemplos para o sul do Brasil são a corvina, a pescada, a castanha, a papa-terra, a
abrótea, etc. Na pesca de arrasto de meia água os alvos são peixes pelágicos que
formam cardumes, como as sardinhas e outros clupeiformes.
Figura 10. Esquema de barco de arrasto de parelha, com redes de fundo (acima) e de meia
água (embaixo) (Fonte: fao.org).
3.3. Linha e anzol
O anzol é um aparelho de pesca, usado para capturar peixes fisgando-os pela boca
ou, com menor freqüência, por outra parte do corpo. Consta de uma ponta localizada
no final de uma curva, com ou sem farpa, com função de fisga. A outra extremidade no
final de uma haste, com argolas ou palhetas, serve para puxar o instrumento e retirar o
peixe da água. Para capturar animais aquáticos com o uso de anzóis, na grande
maioria dos métodos há necessidade de fio têxtil (linha) para prender o anzol, e de
iscas a serem usadas como chamariz das espécies a serem capturadas.

176
Existem vários tipos de anzol podendo ser classificados como: 1) Simples, com um
anzol; 2) duplos, com dois anzóis; ou 3) triplo, com três anzóis (garatéia, com farpas
externas ou internas). A numeração dos anzóis varia segundo o tamanho dos
mesmos, mais comumente de #1 a #17, sendo o anzol #1 o de maior tamanho e o #17
o de menor. O material normalmente é aço ou aço inoxidável, no entanto alguns
fabricantes acrescentam carbono, obtendo maior resistência e menor diâmetro, o que
melhora a qualidade do anzol. Muito importante nos anzóis é a sua resistência à
deformação por forças provenientes dos peixes ou da manobra de pesca.
Os anzóis são utilizados de forma individual ou em grupos. Os aparelhos que usam
anzóis de forma individual são a pesca com linha, a pesca com vara e molinete, a
pesca com vara e isca viva. No entanto, nestas modalidades é possível aumentar o
número de anzóis para melhorar a probabilidade de captura dos peixes. Os aparelhos
que usam os anzóis de forma agrupada são conhecidos com o nome de espinheis,
que serão descritos mais adiante.
3.3.1. Pesca com linha de mão e com vara ou caniço
Neste método de captura de peixes existe uma variedade de apetrechos de pesca,
desde a simples linha de pesca até o uso de varas. Inclui-se neste grupo a pesca com
isca viva e a grande maioria das pescarias praticadas por lazer. Na pesca com linha
de mão, utiliza-se linha de náilon, com um ou vários anzóis colocados na sua
extremidade. Neste tipo de pesca podem ser utilizados flutuadores próximos ao anzol,
quando o objetivo é capturar peixes da coluna de água. Para capturar peixes no fundo
ou em águas com correnteza, usam-se chumbadas de diferentes pesos. A pesca com
vara é a prática mais comum na pesca esportiva, que pode ser realizada desde
embarcações ou às margens de rios, portos e praias. Este método de coleta de peixes
é amplamente usado na pesca de espécies costeiras e de águas interiores. É uma
metodologia apropriada para capturar peixes em ambientes rochosos ou coralinos.
Quando realizada desde embarcações com o barco em movimento é conhecida como
pesca de corrico (Fig. 11), e destina-se à captura de dourados, cavalas e alguns atuns
que são atraídos pelas iscas em movimento.
Basicamente em qualquer uma das modalidades, o aparelho de pesca consiste de
uma vara ou caniço, linha, alça e anzol. Nas comunidades pesqueiras artesanais são
usadas varas de bambú, e na pesca esportiva na atualidade são usadas varas de
materiais mais sofisticados, como fibra de vidro ou titânio, e as varas são equipadas
com molinetes que facilitam o lançamento e recolhimento dos anzóis. Muitos

177
pescadores dispensam o uso de vara, e operam as linhas e os anzóis diretamente
com as mãos.
Figura 11. Pesca de corrico na qual, com o barco em movimento, são rebocadas linhas com
anzóis iscados (Fonte: fao.org).
3.3.2. Vara e isca viva
A pesca com isca viva é uma pesca realizada também com vara e anzol executada em
alto mar. O apetrecho de captura é semelhante à pesca de vara apresentada
anteriormente, mas difere na metodologia de atração dos peixes, sendo primeiro,
mediante o lançamento de pequenos peixes vivos ao mar que servem como chamariz
das espécies alvo. As iscas vivas se movimentam na superfície da água provocando
turbulência, o que atrai os cardumes alvo. Para manter a concentração de espécies
alvo, lança-se no mar água em forma de chuva (com chuveiros) imitando a turbulência
das iscas vivas ao se movimentarem na superfície da água. Os anzóis são
desprovidos de farpa e isca (quando possuem iscas são artificiais), e presos às varas
por meio de linha de náilon de 0,1 a 0,2 mm de diâmetro. As espécies alvo são
atraídas pelo brilho dos anzóis. As varas de pesca, de fibra ou de bambu com 3 a 5 m
de comprimento, são levantadas pelos pescadores (cada vara é operada por um
tripulante) e os peixes ao caírem no convés, soltam-se dos anzóis sem barbelas. No
deslocamento até os locais de pesca, é necessário garantir alta taxa de sobrevivência
das iscas, que são acondicionadas em tinas nas embarcações. Estas iscas são
constituídas principalmente por pequenas sardinhas, que são capturadas em baias ou
enseadas. Esta metodologia de captura é utilizada principalmente para atuns, mas
também são capturados dourados.

178
3.3.3. Espinheis
O equipamento de pesca denominado espinhel, conhecido também como “long-line”,
consiste basicamente em uma linha principal (linha mestra), na qual são enganchadas
linhas secundárias a intervalos constantes, que possuem anzóis iscados nas suas
extremidades. Os espinheis podem ser fixos ou de deriva, horizontais ou verticais, e
são utilizados para capturar peixes pelágicos ou demersais (Fig. 12). O espinhel tem
sido usado desde o século IXX em pesca comercial. Este aparelho de pesca não
causa impactos negativos no ambiente físico e é relativamente seletivo, em função da
isca e tamanho de anzol que são utilizados. No entanto, na pesca com espinhel são
capturadas muitas espécies que não são o alvo da pescaria, pelo qual esta
modalidade pesqueira causa grande polêmica na atualidade pela incidência de aves,
tartarugas e mamíferos nas capturas.
Figura 12. Tipos básicos de espinheis (Fonte: fao.org).
No espinhel de tipo vertical a linha principal possui em uma das suas extremidades um
flutuador com um sinalizador, que pode ser uma bandeira ou um pisca, e na outra
extremidade um peso, que faz a função de manter a linha principal verticalmente
esticada. Este tipo de espinhel é usado na pesca de pequenos peixes de recife, como
pargos e garoupas (Fig. 12).
O espinhel horizontal de deriva é o mais usado na atualidade na pesca oceânica, e
destina-se à captura de atuns, espadartes e tubarões principalmente (Fig. 12). É
composto de linha principal de mono ou polifilamento, cujo comprimento pode variar
desde umas centenas de metros até 80 ou 100 quilômetros. A quantidade de anzóis
colocados varia em relação à capacidade do barco e ao comprimento da linha mestra,
podendo ser de umas centenas até 3000 ou mais anzóis. A distância entre os anzóis é

179
geralmente de aproximadamente 50 metros. O tamanho de anzol e a isca variam
também dependendo da espécie alvo e da frota.
No inicio das atividades de pesca com espinhel de superfície no Brasil, entre as
décadas de 1960 e 1980, o espinhel utilizado era o do tipo japonês, desenvolvido para
a captura de atuns. Caracterizava-se por sua linha principal de polifilamento e pelo
sistema de rolos em que era recolhido, armazenado e lançado. Na atualidade o
espinhel de superfície de uso comum no Brasil é o do tipo americano, que consta de
uma linha principal de monofilamento de poliamida, com 4 mm de diâmetro e que pode
variar entre 80 e 200 km de comprimento. O espinhel é suspenso por bóias, cujos
cabos de poliamida com 3 mm de diâmetro possuem entre 10 e 20 m de comprimento.
Um número variado de linhas secundárias é disposto entre cada duas bóias, o que
constitui a unidade básica do espinhel, o samburá. As linhas secundárias são
conectadas à linha principal por meio de presilhas de aço a intervalos constantes e
com velocidade de navegação de sete nós durante o lançamento, com o qual ficam
distanciadas a intervalos aproximados de 52 m na linha principal. As linhas
secundárias, também de poliamida, possuem 1,8 mm de diâmetro e de 10 a 20 m de
comprimento, são equipadas com ponteiras adicionais compostas por destorcedor de
20 g, linha de poliamida de 1,8 mm de diâmetro e 2,5 m de comprimento, e anzol tipo J
No. 9/0. Quando é desejada a captura de tubarões, nas extremidades das linhas
secundárias são colocadas linhas de aço, de 1,5 mm de diâmetro e 0,5 m de
comprimento, conhecidas com o termo “estropo”, às quais são presos os anzóis
iscados. Estes “estropos” de aço evitam que os tubarões escapem, pois no caso das
linhas de náilon, estes animais podem facilmente cortar a linha com os dentes.
Quando o objetivo é captura de peixes próximos à superfície, a linha mestre é lançada
com a mesma velocidade de navegação (13 km/h), para obter pequena curvatura
catenária da linha mestre entre flutuadores. Quando o objetivo é capturar peixes a
maiores profundidades, além de modificar os comprimentos de cabos-de-bóia e linhas
secundárias, e do número de anzóis nos samburás, alguns barcos utilizam um
dispositivo conhecido como “line-setter”, o qual permite lançar a linha secundária a
uma velocidade maior do que a de navegação, com o qual a curvatura catenária entre
duas bóias adjacentes é acentuada. Entretanto, em pesca experimental no talude
continental do sul do Brasil, com espinhel de monofilamento, cabos de bóia de 16 m
de comprimento, linhas secundárias de 10 m de comprimento e samburás com seis
anzóis, Vooren et al. (1999) observaram no N/Oc. Atlântico Sul que o espinhel lançado
com velocidade igual àquela do barco não permanecia esticado durante o período de
imersão, mas se deformava irregularmente, de tal maneira que os anzóis centrais do

180
samburá pescavam de forma imprevisível em uma amplitude de profundidades de 26 a
125 m, porém atuando a maioria das vezes na faixa de 30 a 80m. Entre as
características operacionais destaca-se: 1) o uso de bastões luminosos, ou “light
sticks”, que são colocados próximos aos anzois das linhas secundárias, no intuito de
aumentar a captura de espadartes, a principal espécie alvo; 2) as iscas utilizadas,
sendo as mais comuns lulas, bonito e sardinhas; 3) o horário de lançamento, do
espinhel, que para atuns é durante o dia e para espadartes e tubarões é durante a
noite.
3.4. Covos
Estes métodos de captura podem ser usados em águas costeiras ou oceânicas. São
mecanismos de pesca usados com a finalidade de confinar animais aquáticos num
compartimento com livre acesso e de difícil retorno. Muitos peixes, crustáceos e polvos
procuram tocas para se esconder, por este motivo os covos colocados pelo homem
atuam como falsos esconderijos permitindo a captura destes animais. Além disto,
estímulos como odor e luz, podem também servir como atraídos.
O formato dos covos deve permitir o fácil acesso ao seu interior e dificultar o escape.
Existem diversos formatos, tipo garrafa, ovóide, tubular, afunilado, hexagonal,
quadrado, retangular, losangular, triangular, em Z, circular (Fig. 13). As entradas
podem ter também os mais variados formatos, estreitando-se em forma de V,
afunilando-se, cilíndricas ou tubulares. As aberturas normalmente estão localizadas
nas laterais e na parte superior, porém podem se localizar na parte inferior, como no
caso das garrafas. O espaço interior do compartimento de cada covo depende de cada
espécie. Deve ser o menor possível para evitar custo desnecessário e grande o
suficiente para prevenir canibalismo ou predação. Para octópodes a armadilha tem em
torno de 600 cm 3 , para camarão de 4000 a 7000 cm 3 , para caranguejo real de 2500 a
4500 cm 3 , para siri 20000 cm 3 e para pargo 4 m 3 .
Para construir uma armadilha, a armação é a responsável pela forma da mesma, que
dependerá da espécie a ser capturada, das condições ambientais e do custo. O
material da armação deve ser liso para não causar danos ao pescado, forte, resistente
ao tempo, e ter baixo teor de corrosão. Os materiais utilizados compreendem bambu;
ferro; alumínio; plástico; PVC e fibra de vidro. O material de confinamento é
compreendido de panos de redes de poliamida, de polietileno; de polipropileno ou de
poliéster. Os panos de rede podem ser com ou sem nós.

181
Figura 13. Exemplos de covos de uso comum na pesca artesanal (Fonte: fao.org).
3.5. Redes de emalhar
As redes de emalhar são artes de pesca passiva de uso universal e apresentam
diversidade nos métodos de captura (Campos 1980). Este tipo de método de captura
de peixes consiste basicamente em uma longa parede de rede, que pode ser lançada
sobre o fundo do corpo de água, quando o objetivo é capturar espécies demersais, ou
em qualquer profundidade desde a meia-água até a superfície quando é desejada a
captura de espécies pelágicas (Fig. 14). A captura é determinada pelo encontro fortuito
dos peixes com a rede. Estas redes podem ser deixadas fixas, geralmente em regiões
próximas ao litoral em águas rasas, sendo colocadas âncoras em seus extremos, ou
podem também ser deixadas à deriva, onde as marés e os ventos determinam o seu
deslocamento.
As redes são dispostas verticalmente na água, sustentadas por uma tralha superior
com bóias e de uma tralha inferior com lastro, tracionando o pano para baixo. O pano
trabalha como uma cortina, ficando espaços por dentro da malha aberta. Os peixes,
por sua forma hidrodinâmica e devido a sua organização muscular, nadam para frente,
deslocam-se por movimentos ondulatórios do corpo, e ao tentarem passar por entre os
espaços das malhas, estas se amoldam e tomam a forma do perímetro do peixe,
penetrando na pele ou pressionando, nas reentrâncias e nas saliências do corpo
(nadadeira peitoral e nadadeira dorsal), ou enredando-se na panagem ou prendendose
pelos dentes. Este tipo de apetrecho é eficiente na seletividade de indivíduos, pois
os menores podem nadar entre os espaços vazios das malhas, e os maiores não

182
conseguem ultrapassar o pano, ou seja, não entram no interior da malha, batendo no
pano e retornando.
As redes de tresmalho ou feticeiras (Fig.14) são apetrechos de pesca semelhantes às
redes de emalhar quanto à construção e metodologia de lançamento, recolhimento e
fixação, mas se diferenciam pelo método de prender os peixes. Diferentemente das
redes de emalhar que possuem um único pano, as redes de tresmalho são
constituídas por três panos, os externos são denominados de alvitanas, possuem
malhas maiores e fios mais fortes, e o pano interno é denominado de morto e possui
malhas menores e fios mais finos e flexíveis, altura do pano de 30 a 60% maior que as
alvitanas, geralmente 40%. Nestas redes os peixes podem passar através dos três
panos, podem passar através do primeiro pano (primeira alvitana) e ficar emalhados
no pano central (morto), ou podem passar através da primeira alvitana e ao entrar em
contato com o pano central, empurrar este pano para frente, o qual penetrará em uma
malha do terceiro pano (segunda alvitana), ficando o peixe totalmente envolvido pela
panagem central (Fig. 14).
Figura 14. Redes de emalhar. São ilustrados os três níveis de profundidade onde estas redes
podem atuar (Fonte: fao.org).
As tralhas constituem a estrutura básica na qual se sustenta a armação da rede. A
tralha superior é constituída por um cabo resistente que sustenta o pano da rede na
vertical através de um conjunto de flutuadores. Os flutuadores podem ser de diversos

183
materiais (madeira, isopor, vidro, plástico, etc.) e de diversas formas (cilíndricas, ovais,
globulares), variando em tamanho e número conforme as necessidades. Os
flutuadores normalmente devem possuir dimensões que não permitam que eles
penetrem nas malhas evitando que fiquem emaranhados com o pano (geralmente
maiores do que as malhas), e a distância entre flutuadores deve ser de no máximo
75% da altura da rede (Friedman, 1986). Os flutuadores devem ser resistentes para
suportar a pressão da água e de boa qualidade, pois flutuadores inadequados em
grande profundidade podem perder total ou parcialmente o poder de flutuação. A
tralha inferior é constituída por um cabo resistente e material pesado (mais denso que
a água), tracionando o pano na vertical para baixo. Os lastros utilizados podem ser de
diversos materiais (chumbo, ferro, cerâmica, tijolo, saco de areia, etc.) e de várias
formas (tubular, cilíndrica, em elos, retangular, etc.). Estes pesos devem ser colocados
na direção dos flutuadores e proporcional ao empuxo da tralha superior conforme o
tipo de rede. A tralha inferior também influi na tensão dos lados das malhas, no caso,
de redes de superfície.
O fio que prende a panagem às tralhas é denominado de entralho. A panagem é
pendida às tralhas em distâncias fixas denominadas de encala. A cada encala colocase
um número determinado de malhas que será responsável pela forma de armação
da rede. O fio do entralho deve ser mais forte do que o fio da construção do pano. No
entralhamento os cabos das tralhas devem estar bem esticados e não podem se torcer
depois de presos à panagem.
A confecção de redes com monofilamento apresenta algumas vantagens em relação a
custos e algumas propriedades físicas, como transparência, resistência, elasticidade,
flexibilidade, estabilidade dos nós e diâmetro do fio. A superfície do pano de rede é um
dos parâmetros que relacionado com sua altura e com o comportamento do peixe
influem significativamente para a eficiência do apetrecho de pesca, já que as redes
podem ser confeccionadas para a faixa de profundidade de localização da espécie que
se quer capturar. Redes com mesma superfície podem ter rendimento de captura por
m² diferente para a mesma espécie, se houver variação no parâmetro de altura. Redes
para captura de espécies pelágicas. que possuem maior poder de migração na
vertical, necessitam de redes com maior altura cobrindo por vezes toda coluna vertical
de água. No Rio Grande do Sul as redes para espécies pelágicas, geralmente de
enchovas cobrem toda coluna da água pois grande captura é efetuada nas zonas
costeiras. Redes para captura de espécies de fundo, com forma achatada, não se
deslocam mais 1m a cima do fundo. Redes para linguado e também para camarões,

184
não deve ter mais do que 1,5 a 2,0 m de altura. Bagre, pescada, castanha, pescada
olhuda, corvina, redes com 4 a 5 m e até 7 metros de altura.
3.6. Dragas
Este método é usado principalmente para a captura de moluscos bivalves tais como
ostras, e vieiras do fundo marinho, embora também é usado para a coleta de ouriçosdo-mar.
Este aparelho tem evoluído por séculos, desde o simples aparelho acionado à
mão até sofisticadas dragas com sistemas de esguichos d’água para desenterrar
moluscos. Basicamente a draga é um cesto de metal, moldado sobre uma armação de
aço, com o fundo composto por anéis de aço conectados ou por redes de arame. A
borda dianteira inferior da armação possui uma barra que pode ser dentada ou não, o
desenho depende das características das espécies a serem capturadas. Uma pesada
rede de aço posicionada logo atrás da barra dianteira serve para reter a captura. A
barra dentada é enterrada no fundo marinho e arrastada pela embarcação, com a qual
os mariscos são arrastados da areia ou lama e depositados na rede. As embarcações
de maior capacidade arrastam várias dragas em ambos os lados (Fig. 15). Nas dragas
de sucção e hidráulicas, jatos de água são direcionados aos sedimentos, deslocando
os mariscos que são coletados em uma rede (draga hidráulica) o succionados da
superfície através de um tubo (draga de sucção).
4. Amostragem biológica
No estudo de avaliação do estado de exploração de recursos pesqueiros, a principal
fonte de dados são as próprias pescarias. A composição específica das capturas e os
seus respectivos volumes e estruturas de tamanhos são dados essenciais. Os
cruzeiros oceanográficos de prospecção de recursos pesqueiros são vantajosos para
a coleta deste tipo de dados, pois em desembarques comerciais, parte da captura que
não possui interesse é descartada no mar.
Num cruzeiro científico os principais métodos de coleta de peixes são as redes de
arrasto de fundo e de meia água. As capturas com estes métodos de pesca podem ser
volumosas, sendo necessário dividir ou quartear a captura em pequenas subamostras
para a coleta dos dados. Para tanto, toda a captura é pesada em balaios ou
monoblocos, enchidos com todas as espécies misturadas e apanhadas de forma
aleatória. Uma subamostra considerada representativa do total capturado é de
aproximadamente 20% em peso deste total (Sparre & Venema, 1993). Assim, depois
de pesada toda captura, escolhe-se o número de monoblocos que somam 20% do

185
peso da captura para determinar a sua composição específica, o percentual em peso
representado por cada espécie e outros dados biológicos. Se a captura for muito
grande, a subamostra pode ainda ser subdividida, com as respectivas proporções para
a estimativa do total da espécie.
Figura 15. Exemplos de dragas utilizadas na pesca de moluscos bivalves, e ilustração de várias
dragas sendo arrastadas de forma simultânea para maior eficiência da operação de
pesca (Fonte: fao.org). Na imagem apresenta-se a draga operada no N/Oc Atlântico Sul.
4.1. Amostragem biológica dos peixes
Para determinar a estrutura de tamanhos realiza-se primeiro a triagem das espécies
na subamostra. Os indivíduos de cada espécie são medidos e pesados
individualmente. As medidas de comprimento de uso comum em peixes são: o
comprimento total (CT), o comprimento furcal (CF) e o comprimento padrão (CP) (Fig.
16). O CT é medido da ponta do focinho do peixe ao extremo distal da nadadeira
caudal. O CF é medido desde o focinho ao vértice do ângulo formado entre os lobos
superior e inferior da nadadeira caudal. O CP é medido desde o focinho até o extremo
distal da coluna vertebral nos peixes ósseos, ou até o inicio da nadadeira caudal nos
tubarões. Nas raias são usados o comprimento total ou a largura do disco.

186
Entretanto, algumas destas medições podem ser mais precisas em algumas espécies
e menos em outras. Em peixes ósseos, por exemplo, muitas espécies possuem raios
nas suas nadadeiras, que devido à sua fragilidade, freqϋentemente se quebram ou
danificam durante o arrasto. Desta forma o CT ou o CF deixam de serem medidas
precisas, sendo aconselhado o uso do CP.
Figura 16. Medidas de comprimento de uso comum em peixes. CT, comprimento total; CP,
comprimento padrão; C, comprimento furcal; LD, largura de disco (Fonte: fishbase.org).
Dentro da amostragem biológica há uma grande variedade de amostras e dados que
podem e devem ser coletados. Os parâmetros populacionais de reprodução,
crescimento, mortalidade e demografia são informações indispensáveis para a
avaliação do estado de exploração dos recursos pesqueiros e a sua estimativa passa
pela coleta de material para análise e dados dos indivíduos na amostragem biológica.
Para a identificação dos estoques ou unidades populacionais, uma abordagem é a
coleta de dados morfométricos e merísticos, onde são registradas dimensões lineares
de diferentes partes do corpo, como nadadeiras, boca, narinas, distâncias entre
estruturas, e a contagem de estruturas repetidas como espinhos, raios, dentes, rastros
branquiais, etc. No estudo do crescimento, além de registrar o comprimento do peixe,
sexo e data da captura são coletadas estruturas rígidas como espinhos, otólitos,
escamas ou vértebras, para serem utilizados como estruturas de aposição, isto é,

187
estruturas calcificadas que devido ao padrão de crescimento são registradas marcas
que podem ser relacionadas ao tempo, e com isso permitem estimativas de idade. No
estudo da reprodução se coletam as gônadas, que são avaliadas quanto ao grau de
desenvolvimento para poder estabelecer o ciclo reprodutivo da espécie, identificar
área e épocas críticas a esse ciclo e ainda estimar o tamanho em que 50% dos
indivíduos da espécie atingem a maturação sexual. Todas estas informações
constituem a base para o manejo e uso racional dos recursos pesqueiros e de posse
delas podem ser propostas medidas de manejo e de uso sustentado.
4.2. Amostragem biológica dos crustáceos
A amostragem biológica em crustáceos fornece informações extremamente valiosas
sobre a população estudada. Dados de estrutura de idade (ou tamanho), maturação,
épocas e áreas de desova, identificação de estoques, crescimento e mortalidade,
podem ser obtidos através deste tipo de amostragem.
No que diz respeito à obtenção de informações sobre a estrutura populacional, seja de
tamanho ou de estoque, alguns dados morfométricos são extremamente válidos. Estas
medidas lineares são obtidas de maneira simples utilizando normalmente um
paquímetro ou régua. Para estudos de estrutura etária da população utiliza-se
normalmente a medida de comprimento da carapaça (CC), já que esta guarda uma
relação direta com o comprimento total do animal e não está tão sujeita à quebra como
a medida anteriormente citada (Fig. 17).
Figura 17. Medidas utilizadas em estudos de biometria em crustáceos. CR, comprimento do
rostro; CC, comprimento da carapaça; CT, comprimento total, Ctel, comprimento do
télso. O número de dentes no rostro (ND) pode ser utilizado como variável merística,
enquanto que as demais medidas são classificadas como variáveis morfométricas.
Para estudos de identificação dos estoques utilizam-se técnicas morfométricas ou
merísticas. A morfometria consiste em utilizar uma combinação de medidas lineares e
compará-las entre grupos de locais distintos, testando possíveis diferenças entre

188
grupos da mesma espécie, que podem ser reflexo do ambiente em que vivem ou por
isolamento reprodutivo. Já a merística, consiste em contar o número de estruturas
fixas (espinhos, dentes) e comparar o padrão encontrado em diferentes subgrupos da
mesma espécie. Desta forma, também se pode inferir o grau de isolamento de cada
um dos e criar medidas de manejo compatíveis com cada um deles.
No que diz respeito à amostragem biológica, outra questão importante é a obtenção de
informações reprodutivas. O primeiro passo para se estudar a reprodução de um
crustáceo, é identificar o estágio de desenvolvimento da gônada do indivíduo. Para
isto, coleta-se o ovário ou testículo ainda fresco fixando-os normalmente em formalina
10%. Uma referência cromática do ovário é normalmente tomada por comparação com
uma tabela de cores padrão (Pantone) para que se possa estabelecer uma relação
entre o observado macroscopicamente e a condição de maturação histológica do
tecido ovariano (Fig. 18). O tecido fixado é então submetido a um processo histológico
tradicional, sendo corado com Hematoxilina e Eosina e posteriormente montado em
lâmina permanente. Desta forma, se cria uma relação entre a caracterização
macroscópica e a microscópica dos ovários e testículos, resultando em um método
prático de classificação das gônadas em laboratório (Fig. 19). Adicionalmente, pode-se
estabelecer uma razão entre o peso da gônada e o peso total do indivíduo, o que é
chamado de Índice Gonadossomático (IGS). A variação sazonal deste índice pode
indicar a época reprodutiva para uma determinada espécie, já que a importância
relativa do peso da gônada desenvolvida é maior durante este período.
Figura 18. Classificação macroscópica do ovário de camarão-rosa (Farfantepenaeus
paulensis).

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Uma vez que se pode identificar o grau de maturação das gônadas, é possível
determinar quais as épocas e áreas reprodutivas, assim como determinar o tamanho
médio de primeira maturação para a população estudada, fornecendo uma valiosa
informação para o manejo eficiente dos estoques pesqueiros.
Normalmente são identificados quatro estágios histológicos de desenvolvimento da
gônada feminina de camarões, de acordo com características das células nos ovários
estes estágios são:
Estágio I (pré-vitelogênese ou imaturo):
Neste estágio as células mais abundantes são as oogônias (og), que fazem parte do
epitélio germinativo. As oogônias são as células menores, ovaladas ou arredondadas.
Seu núcleo é esférico, ocupando quase toda a célula. Apresenta um núcleo
excêntrico e o citoplasma com intensa basilifilia. Essas células ocupam a porção
central do ovário, formando a zona de proliferação.
Os ovócitos imaturos (ovI) ocupam a porção mais periférica da gônada e são
caracterizados por um citoplasma basófilo e um maior tamanho (Fig. 18) que as
oogônias. O diâmetro médio destas células durante esse estágio é 56,9 µm. Os
ovócitos do estágio I possuem forma arredondada ou angulada, com núcleo esférico,
apresentando nucléolos na região periférica do núcleo.
Estágio II (vitelogênese inicial ou maturação inicial)
Essa fase é marcada pelo início da vitelogênese, já que começam a aparecer
vesículas pouco coradas no citoplasma. O diâmetro médio da célula aumenta para
127 µm. O núcleo é grande e possui forma esférica. O citoplasma torna-se acidófilo,
adquirindo a cor rosa quando corado por HE. Ovócitos característicos do estágio I
também estão presentes.
Estágio III (vitelogênese final ou maduro):
Os ovócitos continuam a aumentar de tamanho e o diâmetro médio nesse estágio é
183 µm. Nesta fase as vesículas aumentam de tamanho e são chamadas de
grânulos, que agora são acidófilos (maior afinidade pela eosina) e concentram-se na
região cortical. Durante este estágio foram encontrados ovócitos I e II
simultaneamente com os ovócitos III.
Estágio IV (desovado):
Neste estágio o ovário perde a organização celular, restando lacunas geradas pela
liberação dos ovócitos maduros, células foliculares e grânulos de vitelo. Alguns
ovócitos em estágio III permanecem no ovário.

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Figura 19. Resultado final da classificação macroscóica associada ao resultado obtido através
do processamento histológico para Farfantepenaeus paulensis.
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