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Universidade Federal de Minas Gerais
Instituto de Ciências Exatas
Departamento de Química
Rozângela Magalhães Manfrini
SÍNTESE DE DERIVADOS DE N-ACETILGLICOSAMINA E
INVESTIGAÇÃO DE SUA ATIVIDADE ANTIMICROBIANA
Belo Horizonte
2007

UFMG-ICEx/DQ. 0686ª
T. 273ª
Rozângela Magalhães Manfrini
SÍNTESE DE DERIVADOS DE N-ACETILGLICOSAMINA E
INVESTIGAÇÃO DE SUA ATIVIDADE ANTIMICROBIANA
Tese apresentada ao Departamento de
Química do Instituto de Ciências Exatas da
Universidade Federal de Minas Gerais, como
requisito parcial, para obtenção do grau de
Doutor em Ciências-Química.
Belo Horizonte
2007

Este trabalho é dedicado ao meu marido
Francisco que com paciência e compreensão
festejou ao meu lado cada reação
lançada e a substância isolada.

Agradecimentos
À Deus por ser o maior de todos os cientistas, que tem o poder de dar a vida.
Aos meus pais Manoel e Cecília por sempre preocuparem com minha educação e serem para mim
um exemplo valioso de vida, dedicação e amor. Agradeço também ao Manfrini e a Graça pelo
carinho, confiança e apoio incondicionais em todos os momentos. Aos meus irmãos Rosalina,
Roberto e sobrinhos Cecília, Tainara, Lucas, Alberto e Alexandre pelo carinho e pela compreensão
pelos muitos momentos de ausência. Aos amigos Cláudia, Leonardo, Flávia e Fábio pelas alegrias e
incentivo.
Ao Francisco por seu entusiasmo, paciência e companheirismo, dedicados durante todo o trabalho e
pelo amor incondicional.
Ao meu orientador Ricardo por me ensinar muito do que sei e sou. Dedicação ao trabalho,
confiança, doação e muito entusiasmo são alguns destes ensinamentos que irão durar para toda
vida.
À minha avó e tios pelas palavras de conforto, carinho e grande torcida.
Aos professores Maria Auxiliadora, Peixe e Elzíria pela grande colaboração, interesse e
participação dedicados ao trabalho.
À Dôra pelo seu carinho, amizade e companheirismo sempre disponíveis a qualquer hora, pelas
palavras de consolo nos momentos difíceis e por sua alegria a cada nova substância. Ao Peixe pela
empolgação, conversas e esclarecimentos durante todo o desenvolvimento do trabalho. Ao prof.
Amari por sua participação em resolver as questões apontadas.
Ao professor Marcelo Bemquerer pela preocupação e seu grande interesse pelo trabalho.
Aos professores do laboratório Ricardo, Maria Auxiliadora, Basílio e Taís por seus ensinamentos e
por torcerem pelo sucesso do grupo. Aos amigos do laboratório Rute, Paola, Danielle, Marilda,
Diogo, Daniel, André, Renato, Carol, Magno, Arianne, Fernanda, Gleydson, Renata, Rodrigo,
Maria Angélica, Márcia, Saulo, Rachel, Carlos, Valdilene, Roxane, Cristal, Janaína, Edlaine e
Juliana pelas alegrias vividas todo esse tempo, pelas estórias, amizade e solidariedade. Aos amigos
Luís, Alisson, Arianne, Hugo, Flávio, Gabriela e Michele pela força de vontade dedicada a este
trabalho.
Aos amigos Rute, Paola, Renato, Dani, Marilda, Édson, Diogo, André e Flaviana pelas conversas,
incentivo e momentos alegres. Às amigas Lavina, Raquel e Sônia pelas risadas e carinho.
Aos amigos Maria, Joaquim, Ivo, Eni, Gilson, Ide, Rute, Cleber e Álvaro pelo companheirismo,
solidariedade e disposição sempre a oferecer.
Aos amigos Ivana e Ricardo pela disposição e ajuda referentes aos espectros de RMN.
Às amigas do tempo de república Paola, Danielle, Denise, Cristiane e Janaína pelas alegrias,
empolgação e cumplicidade. Aos amigos Marquinho, Ramiro e Emerson por se preocuparem e

torcerem por mim. Aos amigos da secretaria de Pós-graduação pela dedicação ao trabalho e
companheirismo sempre disponíveis em todos os momentos. Ao pessoal do xerox da Faculdade de
Farmácia pela dedicação e ajuda.

RESUMO
Na presente tese relata-se a síntese de glicosídeos de arila derivados da N-
acetilglicosamina, unidade monomérica da quitina, componente polimérico importante da
parede dos fungos, como potenciais agentes antifúngicos e antibacterianos. Inicialmente foi
efetuada modificação na posição C-6 dos N-acetilglicosaminídeos de 4-metilfenila e 4-
metoxicarbonilfenila, por grupos azido, amino e acetamido. Em seguida, relata-se a síntese
de derivados 3,6- e 4,6-diazido pela reação de derivados 4,6-O-dimesilados de
configuração β e α do N-acetilglicosaminídeo de 4-metilfenila, com azida de sódio.
Quando a reação foi efetuada com o anômero β di-O-mesilado o único produto isolado foi
o derivado 3,6-diazido de configuração D-gulo, resultante da abertura de epóxido formado
intermediariamente. A reação do anômero α 4,6-di-O-mesilado ocorreu via formação e
abertura de epóxido ou via reação de SN2 clássica, com a formação de produtos 4,6-glico e
3,6-gulo (via abertura de epóxido) e 4,6-galacto (reação SN2). Nenhuma das substâncias
avaliadas até o momento apresentou atividade antifúngica para fungo filamentoso
(Aspergillus niger) e leveduras (Saccharomyces cerevisiae, Candida albicans e Candida
tropicalis) pelo método da difusão em ágar na concentração de 1 mg/mL. Em avaliação da
atividade antibacteriana (Bacillus subtilis, Micrococcus luteus, Staphylococcus aureus,
Escherichia coli e Pseudomonas aeruginosa), pelo mesmo método, 2-acetamido-4,6-O-
benzilideno-2-desoxi-α-D-glicopiranosídeo de 4-metilfenila apresentou halo de inibição
difuso de 24,31 ± 1,63 mm contra a cepa de Bacillus subtilis, na concentração de 1 mg/ml.
O cloranfenicol, utilizado como padrão, na concentração de 1 mg/mL, apresentou halo de
inibição de 22,07 ± 1,82 mm.

ABSTRACT
In this work is described the synthesis of aryl glycosides derived from N-
acetylglucosamine, monomeric unit of chitin polymer, essential component of the fungal
cell wall, as potential antifungal and antimicrobial agents. Initially, modification at C-6
position of 4-methylphenyl and 4-methoxycarbonylphenyl N-acetylglucosaminides by
azido, amino and acetamido groups was performed. Next is described the synthesis of 3,6-
and 4,6-diazido derivatives by reacting the β and α anomers of 4,6-O-dimesylate of the 4-
methylphenyl N-acetylglucosaminide with sodium azide. When the reaction was performed
with the β anomer of the di-O-mesylated derivative, the sole compound isolated was the
3,6-diazido derivative with D-gulo configuration, arising from the opening of the epoxide
formed during the reaction. The reaction of the α anomer of the di-O-mesylated derivative
resulted in the isolation of three compounds: the 4,6-diazido derivative of the D-galacto
series obtained by direct SN2 displacement of the mesylate groups, and the 3,6-diazido
derivative of the D-gulo series and 4,6-diazido derivative of the D-gluco configuration,
arising from the opening of the epoxide formed during the reaction. None of the
compounds showed antifungal activity against filamentous fungi (Aspergillus niger) and
yeast (Saccharomyces cerevisae, Cândida albicans and Cândida tropicallis), when
evaluated using the agar diffusion method, in the concentration of 1 mg/mL. In the
evaluation of the antibacterial activity against Bacillus subtilis, Micrococcus luteus,
Staphylococcus aureus, Escherichia coli e Pseudomonas aeruginosa, by the same
procedure, 4-methylphenyl 2-acetamido-4,6-O-benzylidene-2-deoxy-α-D-glucopyranoside
showed a diffuse inhibition halo of 24.31 ± 1.63 mm against Bacillus subtilis, in the
concentration of 1 mg/mL. Chloranfenicol, used as standard in the concentration of 1
mg/mL, showed an inhibition halo of 22.07 ± 1.82 mm.

LISTA DE FIGURAS
1.1 Desenvolvimento de fármacos antifúngicos....................................... 21
1.2 Estrutura e classe dos principais fármacos antifúngicos..................... 22
1.3 Ação de azóis inibindo a síntese do ergosterol alterando a
composição da membrana celular.......................................................
1.4 Ação da anfotericina B formando poros na membrana plasmática do
fungo...................................................................................................
1.5 Estruturas de Enfumafugina, Arundifungina e Ergokonina A............ 27
1.6 Estruturas de Benanomicina e Pradimicina........................................ 27
1.7 Estrutura da quitina............................................................................. 28
1.8 Representação esquemática de dois possíveis mecanismos de reação
de uma N-acetilhexosaminidase (HORSCH et al., 1997)...................
1.9 Estrutura do sulfato de condroitina XVII........................................... 33
1.10 Alguns derivados de glicosamina inibidores de transglutaminases... 33
1.11 Estrutura dos análogos de fragmento oligossacarídeo encontrado na
membrana plasmática de bactérias......................................................
1.12 Estruturas do ácido N-acetil-murâmico e da N-acetil-murâmico-
UDP.....................................................................................................
1.13 Derivado carboxi da glicosamina com potencial atividade
antitumoral..........................................................................................
1.14 Estrutura do ácido glicirrízico e de derivado conjugado com β-D-
glicosamina.........................................................................................
4.1 Espectro de RMN de 1 H e expansão (200MHz; DMSO-d6; δ) de 8... 45
4.2 Espectro de RMN de 1 H (200 MHz; DMSO-d6; δ) de 9..................... 46
4.3 Espectro de RMN de 13 C e expansão (50 MHz; DMSO-d6; δ) de 8... 47
4.4 Espectro de RMN de 13 C (50 MHz; DMSO-d6; δ) de 9...................... 47
4.5 Espectro de RMN de 1 H (400 MHz; DMSO-d6; δ) de 10................... 49
4.6 Espectro de RMN de 1 H (400 MHz; DMSO-d6; δ) de 11................... 49
4.7 Espectro de RMN de 13 C (100 MHz; DMSO-d6; δ) de 10.................. 50
4.8 Espectro de RMN de 13 C (100 MHz; DMSO-d6; δ) de 11.................. 50
4.9 Espectro de RMN de 1 H e expansão (200 MHz; DMSO-d6; δ) de 12 52
4.10 Espectro de RMN de 1 H e expansão (200 MHz; DMSO-d6; δ) de 13 52
23
25
30
34
35
35
36

4.11 Espectro de RMN de 13 C (50 MHz; DMSO-d6; δ) de 12.................... 53
4.12 Espectro de RMN de 13 C (100 MHz; DMSO-d6; δ) de 13.................. 53
4.13 Espectro de RMN de 1 H e expansão (200 MHz; DMSO-d6; δ) de 14 55
4.14 Espectro de RMN de 1 H (200 MHz; DMSO-d6; δ) de 15................... 55
4.15 Espectro de RMN de 13 C (50 MHz; DMSO-d6; δ) de 14.................... 56
4.16 Espectro de RMN de 13 C (50 MHz; DMSO-d6; δ) de 15.................... 56
4.17 Espectro de RMN de 1 H (200 MHz; DMSO-d6; δ) de 19................... 60
4.18 Espectro de RMN de 1 H (200 MHz; DMSO-d6; δ) de 20................... 60
4.19 Espectro de RMN de 13 C (50 MHz; DMSO-d6; δ) de 19.................... 61
4.20 Espectro de RMN de 13 C (50 MHz; DMSO-d6; δ) de 20.................... 61
4.21 Espectro de RMN de 1 H (200 MHz; DMSO-d6; δ) de 21................... 64
4.22 Espectro de RMN de 1 H e expansão (200 MHz; CDCl3; δ) de 22...... 64
4.23 Espectro de RMN de 13 C (50 MHz; DMSO-d6; δ) de 21.................... 65
4.24 Espectro de RMN de 13 C e expansão (50 MHz; CDCl3; δ) de 22....... 65
4.25 Espectro de RMN de 1 H (200 MHz; DMSO-d6; δ) de 23................... 68
4.26 Espectro de RMN de 1 H (200 MHz; DMSO-d6; δ) de 24................... 68
4.27 Espectro de RMN de 13 C (50 MHz; DMSO-d6; δ) de 23.................... 69
4.28 Espectro de RMN de 13 C (50 MHz; DMSO-d6; δ) de 24.................... 69
4.29 Espectro de RMN de 1 H (200 MHz; DMSO-d6; δ) de 25................... 71
4.30 Espectro de RMN de 1 H e expansão (200 MHz; DMSO-d6; δ) de 26 72
4.31 Espectro de RMN de 13 C (50 MHz; DMSO-d6; δ) de 25.................... 72
4.32 Espectro de RMN de 13 C (50 MHz; DMSO-d6; δ) de 26.................... 73
4.33 Espectro no infravermelho de 25a...................................................... 76
4.34 Espectro de RMN de 1 H (200 MHz; DMSO-d6; δ) de 25a................. 76
4.35 Expansão do mapa de contornos da técnica COSY (200, MHz;
DMSO-d6; δ) de 25a...........................................................................
4.36 Espectro de RMN de 13 C e DEPT-135 (50 MHz; DMSO-d6; δ) de
25a.......................................................................................................
4.37 Expansão do mapa de contornos da técnica HMBC (50 MHz;
DMSO-d6; δ) de 25a...........................................................................
4.38 Espectro de RMN de 1 H e expansão (400 MHz; DMSO-d6 e CDCl3;
δ) de 25b.............................................................................................
77
77
78
79

4.39 Espectro de RMN de 13 C (100 MHz; DMSO-d6 e CDCl3; δ) de 25b. 79
4.40 Espectro de RMN de 1 H e expansão (400 MHz; DMSO-d6; δ) de 27 81
4.41 Espectro de RMN de 1 H (200 MHz; DMSO-d6; δ) de 28................... 81
4.42 Espectro de RMN de 13 C (100 MHz; DMSO-d6; δ) de 27.................. 83
4.43 Espectro de RMN de 13 C e expansão (50 MHz; DMSO-d6; δ) de 28. 82
4.44 Espectro de RMN de 1 H e expansão (400 MHz; CDCl3; δ) de 29...... 85
4.45 Espectro de RMN de 1 H e expansão (400 MHz; DMSO-d6; δ) de 35 86
4.46 Espectro de RMN de 13 C e expansão (100 MHz; CDCl3; δ) de 29..... 87
4.47 Espectro de RMN de 13 C (100 MHz; DMSO-d6; δ) de 35.................. 87
4.48 Espectro de RMN de 1 H e expansão (200 MHz; CDCl3; δ) de 30...... 89
4.49 Espectro de RMN de 1 H e expansão (200 MHz; CDCl3; δ) de 36...... 89
4.50 Espectro de RMN de 1 H e expansão (400 MHz; CDCl3; δ) de 37...... 90
4.51 Espectro de RMN de 13 C (50 MHz; CDCl3; δ) de 30......................... 91
4.52 Espectro de RMN de 13 C (50 MHz; CDCl3; δ) de 36......................... 91
4.53 Espectro de RMN de 13 C (100 MHz; CDCl3; δ) de 37....................... 92
4.54 Espectro de RMN de 1 H e expansão (400 MHz; DMSO-d6; δ) de 31 97
4.55 Espectro de RMN de 1 H e expansão (400 MHz; CDCl3; δ) de 32...... 97
4.56 Espectro de RMN de 1 H e expansão (200 MHz; C5D5N; δ) de 33..... 98
4.57 Espectro de RMN de 1 H e expansão (400 MHz; C5D5N; δ) de 34..... 98
4.58 Espectro de RMN de 13 C (100 MHz; DMSO-d6; δ) de 31.................. 99
4.59 Espectro de RMN de 13 C (100 MHz; CDCl3; δ) de 32....................... 100
4.60 Espectro de RMN de 13 C (50 MHz; CDCl3; δ) de 33......................... 100
4.61 Espectro de RMN de 13 C (100 MHz; C5D5N; δ) de (34).................... 101
4.62 Espectro de RMN de 1 H e expansão (400 MHz; C5D5N; δ) de 38..... 102
4.63 Espectro de RMN de 1 H e expansão (400 MHz; C5D5N; δ) de 39..... 102
4.64 Espectro de RMN de 13 C (100 MHz; C5D5N; δ) de 38....................... 103
4.65 Espectro de RMN de 13 C (100 MHz; C5D5N; δ) de 39....................... 104
5.1 Foto do halo de inibição de (20) para o Bacillus subtilis em teste de
difusão em agar...................................................................................
106

LISTA DE TABELAS
1.1 Inibição de quitinases fúngicas pela alosamidina X e valores de Ki 29
1.2 Inibição de hexosaminidase de Aspergillus niger pelos inibidores
XI –XVI.............................................................................................. 29
4.1 Dados dos espectros no infravermelho relativos às modificações de
8 e 9.....................................................................................................
4.2 Dados dos espectros de RMN de 1 H relacionados às modificações
de 8 e 9................................................................................................ 44
4.3 Dados dos espectros de RMN de 13 C relacionados às modificações
de 8 e 9................................................................................................
4.4 Dados dos espectros no infravermelho relacionados às modificações
de 19 e 20............................................................................................ 58
4.5 Dados dos espectros de RMN de 1 H relacionados às modificações
de 19 e 20 e outros sinais.................................................................... 59
4.6 Dados dos espectros de RMN de 13 C relacionados às modificações
de 19 e 20............................................................................................ 59
4.7 Dados dos espectros no infravermelho de 21 e 22.............................. 62
4.8 Dados dos espectros de RMN de 1 H relacionados às modificações
de 21 e 22............................................................................................ 63
4.9 Dados dos espectros de RMN de 13 C relacionados às modificações
de 21 e 22............................................................................................ 63
4.10 Dados dos espectros de RMN de 1 H relacionados às modificações
de 23 e 24 e os materiais de partida 21 e 22........................................ 67
4.11 Dados dos espectros de RMN de 13 C relacionados às modificações
de 23 e 24 e os materiais de partida 21 e 22........................................ 67
4.12 Dados dos espectros de RMN de 1 H relacionados às modificações
de 25 e 26 e os materiais de partida 23 e 24........................................ 70
4.13 Dados dos espectros de RMN de 13 C relacionados às modificações
de 25 e 26 e os materiais de partida 23 e 24........................................ 71
4.14 Dados dos espectros de RMN de 13 C relacionados às modificações
de 27 e 28 e dos materiais de partida 25 e 26...................................... 80
4.15 Dados dos espectros no infravermelho relacionados a 29, 30, 35, 36
44
46

e 37...................................................................................................... 84
4.16 Dados dos espectros de RMN de 1 H relacionados às modificações
de 29 e 35............................................................................................ 85
4.17 Dados dos espectros de RMN de 13 C relacionados às modificações
de 29 e 35............................................................................................ 86
4.18 Dados dos espectros de RMN de 1 H relacionados a 30, 36 e 37 em
relação a 26.........................................................................................
4.19 Dados do espectro de RMN de 13 C de 30, 36 e 37, em relação a
26......................................................................................................... 90
4.20 Efeito do solvente sobre o rendimento dos produtos na reação de
formação do α-diazido........................................................................ 95
4.21 Dados dos espectros no infravermelho de 31, 32, 33, 34, 38 e
39......................................................................................................... 95
4.22 Dados dos espectros de RMN de 1 H relacionados a 31, 32, 33 e
34......................................................................................................... 96
4.23 Dados dos espectros de RMN de 13 C relacionados às modificações
de 31, 32, 33 e 34................................................................................
4.24 Dados dos espectros de RMN de 1 H relacionados às modificações
de 38 e 39............................................................................................ 101
88
99

LISTA DE ESQUEMAS
1.1 Biossíntese do esterol fúngico, ergosterol, e sítios de inibição de
alguns antifúngicos (GEORGOPAPADAKOU, 1998)...................... 21
3.1 Retrossíntese para obtenção de 10-15................................................. 38
3.2 Rota de síntese para obtenção de 10-15.............................................. 39
3.3 Retrossíntese para obtenção de 29-34................................................. 40
3.4 Rota de síntese para obtenção de 29-34.............................................. 41
4.1 Rota de síntese para obtenção dos glicosídeos 6, 7 e 18..................... 43
4.2 Formação de 25a a partir de 25 e formação de 28 e 26a a partir de
26......................................................................................................... 74
4.3 Proposta mecanística para a formação de 25a.................................... 74
4.4 Esquema de formação dos diazidos protegidos 29, 30 e subprodutos
35, 36 e 37........................................................................................... 83
4.5 Formação dos derivados diazido desprotegidos 31, 32, 33 e 34 e
subprodutos 38 e 39............................................................................ 93
4.6 Formação de 31 via abertura em C-3 do epóxido de 27..................... 93
4.7 Formação de 33 e 34 via abertura do epóxido de 28........................... 94

δ Deslocamento químico
Ac Acetila
arom. Aromático
assim. Assimétrico
ABREVIATURAS, SIGLAS E SÍMBOLOS
ATCC American type culture collection
Bz Benzoíla
CCD Cromatografia em camada delgada
CCS Cromatografia em coluna de sílica
COSY Spectroscopy correlation
d Dupleto
dd Dupleto duplo
ddd Duplo dupleto duplo
ddda Duplo dupleto duplo aparente
ddds Duplo dupleto duplo sobreposto
ddl Dupleto duplo largo
dds Dupleto duplo sobreposto
def. Deformação
DEPT Distortionless enhancement by polarization transfer
dl Dupleto largo
DMF N,N-dimetilformamida
DMSO Dimetilssulfóxido
DNA Ácido desoxiribonucleico
dtl Dupleto triplo largo
dts Dupleto triplo sobreposto
Est. Estiramento
F.M. Fórmula molecular
h Horas
HMBC Heteronuclear multiple bound coherence
HMQC Heteronuclear multiple quantum coherence
IV Infravermelho
J Constante de acoplamento

Ki Constante de inibição
Lit. Literatura
m Multipleto
mg/mL Miligramas por mililitro
MHz Mega hertz
mm Milimetro
M.M. Massa molar
ms Multipleto sobreposto
m/v Massa por volume
nm Nanômetro
μm Micromolar
μL Microlitros
p. Página
P.F. Ponto de fusão
pi Piridina
ppm Partes por milhão
p/v Peso por volume
q Quarteto
qa Quarteto aparente
ql Quarteto largo
qls Quarteto largo sobreposto
RNA Ácido ribonucleico
s Simpleto
RMN de 1 H Ressonância magnética nuclear de hidrogênio
RMN de 13 C Ressonância magnética nuclear de carbono-13
SIDA Síndrome da imunodeficiência adquirida
sim. Simétrico
sl Simpleto largo
sls Simpleto largo sobreposto
sol Solvente
t Tripleto
ta Tripleto aparente
tas Tripleto aparente sobreposto

tl Tripleto largo
TMS Tetrametilsilano
Ts 4-metilbenzenossulfonila (tosila)
UDP Uridina difosfato
v/v Volume por volume

SUMÁRIO
1 INTRODUÇÃO.................................................................................. 20
1.1 Antifúngicos: histórico e mecanismo de ação................................... 20
1.2 Alvos moleculares para a descoberta de novos antifúngicos:
quitinase e hexosaminidase............................................................... 26
1.3 Ocorrência e importância de quitinases e hexosaminidases em
outros organismos.............................................................................. 31
1.4 Importância de derivados da glicosamina em outros processos
biológicos............................................................................................ 33
2 OBJETIVOS E JUSTIFICATIVA.................................................... 37
2.1 Objetivos............................................................................................. 37
2.2 Justificativa........................................................................................ 37
3 PLANO DE SÍNTESE....................................................................... 38
4 RESULTADOS E DISCUSSÃO........................................................ 42
4.1 Preparação dos Intermediários-Chave 6, 7 e 18............................... 42
4.2 Obtenção dos Derivados Modificados em C-6.................................. 43
4.2.1 Síntese de 2-acetamido-6-azido-2,6-didesoxi-β-D-glicopiranosídeo
de 4-metilfenila (10) e 2-acetamido-6-azido-2,6-didesoxi-β-D-
glicopiranosídeo de 4-metoxicarbonilfenila (11)...............................
4.2.2 Síntese de 2-acetamido-6-amino-2,6-didesoxi-β-D-glicopiranosídeo
de 4-metilfenila (12) e 2-acetamido-6-amino-2,6-didesoxi-β-D-
glicopiranosídeo de 4-metoxicarbonilfenila (13)............................... 51
4.2.3 Síntese de 2,6-diacetamido-2,6-didesoxi-β-D-glicopiranosídeo de 4-
metilfenila (14) e 2,6-diacetamido-2,6-didesoxi-β-D-
glicopiranosídeo de 4-metoxicarbonilfenila (15)............................... 54
4.3 Modificações em C-3, C-4 e C-6........................................................ 57
4.3.1 Síntese de 2-acetamido-4,6-O-benzilideno-2-desoxi-β-D-
glicopiranosídeo de 4-metilfenila (19) e 2-acetamido-4,6-O-
benzilideno-2-desoxi-α-D-glicopiranosídeo de 4-metilfenila
(20).... 57
4.3.2 Síntese de 2-acetamido-4,6-O-benzilideno-3-O-benzoil-2-desoxi-β-
D-glicopiranosídeo de 4-metilfenila (21) e 2-acetamido-4,6-O-
43

enzilideno-3-O-benzoil-2-desoxi-α-D-glicopiranosídeo de 4-
metilfenila (22)....................................................................................
4.3.3 Síntese de 2-acetamido-3-O-benzoil-2-desoxi-β-D-glicopiranosídeo
de 4-metilfenila (23) e 2-acetamido-3-O-benzoil-2-desoxi-α-D-
glicopiranosídeo de 4-metilfenila (24)................................................ 66
4.3.4 Síntese de 2-acetamido-3-O-benzoil-2-desoxi-4,6-di-O-
metanossulfonil-β-D-glicopiranosídeo de 4-metilfenila (25) e 2-
acetamido-3-O-benzoil-2-desoxi-4,6-di-O-metanossulfonil-α-D-
glicopiranosídeo de 4-metilfenila (26)................................................ 70
4.3.5 Síntese de 2-acetamido-2-desoxi-4,6-di-O-metanossulfonil-β-D-
glicopiranosídeo de 4-metilfenila (27) e 2-acetamido-2-desoxi-4,6-
di-O-metanossulfonil-α-D-glicopiranosídeo de 4-metilfenila
(28)...................................................................................................... 73
4.3.6 Síntese de 2-acetamido-3-O-benzoil-4,6-diazido-2,4,6-tridesoxi-β-
D-galactopiranosídeo de 4-metilfenila (29) e 2-acetamido-3-O-
benzoil-4,6-diazido-2,4,6-tridesoxi-α-D-galactopiranosídeo de 4-
metilfenila (30).................................................................................... 83
4.3.7 Síntese de 2-acetamido-3,6-diazido-2,3,6-tridesoxi-β-D-
gulopiranosídeo de 4-metilfenila (31), 2-acetamido-4,6-diazido-
2,4,6-tridesoxi-α-D-galactopiranosídeo de 4-metilfenila (32), 2-
acetamido-2,4,6-tridesoxi-4,6-diazido-α-D-glicopiranosídeo de 4-
metilfenila (33), 2-acetamido-3,6-diazido-2,3,6-tridesoxi-α-D-
gulopiranosídeo de 4-metilfenila (34),................................................ 92
5 TESTE DE ATIVIDADE ANTIMICROBIANA.............................. 105
6 MATERIAIS E MÉTODOS.............................................................. 107
6.1 Métodos Gerais................................................................................... 107
6.1.1 Aparelhagem Utilizada....................................................................... 107
6.1.2 Purificação de Solventes e Reagentes................................................. 108
6.1.3 Soluções Reveladoras......................................................................... 108
6.1.4 Método geral para a preparação dos glicosídeos 8 e 9
(TERANISHI, 2002)........................................................................... 108
6.1.5 Método geral para a preparação dos glicosídeos 10 e 11
(MCDONNELL et al., 2004).............................................................. 111
62

6.1.6 Método geral para a preparação dos glicosídeos 12 e 13
(MILKEREIT et al., 2004)..................................................................
6.1.7 Método geral para a preparação dos glicosídeos 14 e 15 (adaptado
113
de ONODERA & KITAOKA, 1960).................................................. 115
6.1.8 Método geral para a preparação dos glicosídeos 19 e 20 (ROTH &
PIGMAN, 1960).................................................................................. 117
6.1.9 Método geral para a preparação dos glicosídeos 21 e 22 (PRADO,
1991)................................................................................................... 119
6.1.10 Método para a preparação dos glicosídeos 23 e 24 (HILL et al.,
1968)................................................................................................... 121
6.1.11 Método geral para a preparação dos glicosídeos 25 e 26 (ALI et
al., 1968)............................................................................................. 124
6.1.12 Método geral para a preparação dos glicosídeos 27 e 28................. 126
6.1.13 Método geral para a preparação dos glicosídeos 29-39
(MCDONNELL et al., 2004).............................................................. 130
7 CONCLUSÃO.................................................................................... 140
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS.............................................. 142
Artigo 1
Carta de aceite do artigo 1
Carta de submissão do artigo 2

Introdução 20
SÍNTESE DE DERIVADOS DE N-ACETILGLICOSAMINA E
INVESTIGAÇÃO DE SUA ATIVIDADE ANTIMICROBIANA
1 INTRODUÇÃO
1.1 Antifúngicos: histórico e mecanismo de ação
Os fungos são microorganismos causadores de uma série de infecções denominadas
micoses que atingem tanto a superfície da pele, tais como dermatofitoses e onicomicoses,
quanto regiões mais profundas, como candidíases e aspergiloses (VICENTE et al., 2003).
As micoses superficiais geralmente não são graves e são tratadas com eficiência, enquanto
que as profundas são de difícil tratamento e podem levar ao óbito (HORSCH et al., 1997).
O aumento da incidência destas infecções causadas por fungos oportunistas tem como
alguns fatores o aumento de pacientes imunocomprometidos (quimioterapia antitumoral,
transplantados, portadores de SIDA ou diabéticos) ou submetidos a algum tipo de estresse
(RUIZ-HERRERA & SAN-BLAS, 2003).
O desenvolvimento de antifúngicos (Figura 1.1, p. 21) propiciou, até 1970, o
tratamento das micoses com iodeto de potássio (para esporotricoses), griseofulvina (para
micoses superficiais), dois polienos (nistatina e anfotericina B - micoses profundas) e uma
fluoropirimidina (5-fluorocitosina - micoses profundas) que é usada em associação com
anfotericina B. Na década de 70, apareceram os primeiros antifúngicos azóis (miconazol -
micoses superficiais e cetoconazol - micoses profundas) e na década de 80, o fluconazol e
itraconazol - micoses sistêmicas). Na década de 90 surgiram as alilaminas (terbinafina e
naftifina - micoses superficiais) e a morfilina (amorolfina - micoses superficiais). Na
década de 90 e início do século XXI houve o desenvolvimento das modificações da
anfotericina B (anfotericina B lipossomal, coloidal e lipídica).

Figura 1.1 - Desenvolvimento de fármacos antifúngicos.
Introdução 21
Ainda no início do século XXI surgiram as equinocandinas (caspofungina - amplo
espectro de ação) e outros azóis como voriconazol, posaconazol, ravuconazol e, em
seguida, a micafungina e a anidulafungina, também da classe das equinocandinas
(FERNANDEZ et al., 1998; VICENTE et al., 2003; BIDART, 2004) (Figura 1.1). O
excessivo uso destes fármacos (inibidores da biossíntese de um esterol de membrana do
fungo, Esquema 1.1) conduziu ao desenvolvimento de toxicidade e resistência (RUIZ-
HERRERA & SAN-BLAS, 2003), fazendo aumentar as pesquisas na busca de novos
fármacos antifúngicos (BEHR, 2003).
ESQUALENO
HO
epoxidase ciclase 14α desmetilase
Alilaminas
ERGOSTEROL
HO
LANOSTEROL
Azóis
Δ 22,23 desaturase
Azóis
Morfolinas
Morfolinas
Δ 6,6 desaturase
Azóis
Δ 14 redutase
Δ 7 −Δ 8 isomerase
4α desmetilase
C-24 metiltransferase
Esquema 1.1 - Biossíntese do esterol fúngico, ergosterol, e sítios de inibição de alguns
antifúngicos (GEORGOPAPADAKOU, 1998).
O tratamento de infecções fúngicas é geralmente feito de forma empírica, sem o
diagnóstico específico do fungo causador, devido às dificuldades relacionadas aos testes de
susceptibilidade e problemas de diagnóstico. Há no arsenal terapêutico um número

Introdução 22
limitado de fármacos antifúngicos em uso, se comparado com os antibióticos, e na maioria
das vezes apresentando alguma limitação seja na eficácia ou por toxicidade do tratamento
(RUIZ-HERRERA & SAN-BLAS, 2003). Como citado anteriormente, a maioria dos
fármacos antifúngicos existentes no mercado (Figura 1.2) atua interferindo na biossíntese
do ergosterol, principal esterol da membrana do fungo.
N
H 3C
N
O O
HO
Cl
O
I
(Imidazóis)
CH3 O
O
O
Cl
N
N
N
NH 2
N
H
VI
N COCH3
IV
F
(Fluoropirimidinas)
CH 3
N
HO
O OH OH OH OH
VIII
(Polienos)
N
(Morfolinas)
OH
N
II
N
N
N
F
(Triazóis)
H 3C
HO
O
O
OH
F
OH
CH 3O
O
N N
N
O O
CH3
O OH OH
NH 2
COOH
OH
OH
CH 3
HO
H 2N
H 2N
VII
O
HO O
HO
V
O
HO
Cl
CH 3
N
N
OH
Cl
O
NH
H
N
OH
H
III
OH OH
N H
N
H
O
H
(Alilaminas)
(Polienos)
Figura 1.2 - Estrutura e classe dos principais fármacos antifúngicos.
O
IX
HN
OH O
H
N
N
(Triazóis)
O
O
OH
OH
O
N
CH 3
CH 3
CH 3
O H3C OH
CH 3
OH
O
N
NH 2
COOH
OH
(Equinocandinas)
OH
CH 3
CH 3 CH 3

As principais classes de antifúngicos existentes são:
Introdução 23
- os azóis (representado por imidazóis e triazóis) são de origem sintética e possuem
amplo espectro, agindo na maioria das leveduras e fungos filamentosos e alguns patógenos
emergentes como Trichosporon sp. Esses fármacos agem interferindo na biossíntese de
ergosterol (Esquema 1.1, p. 21) por inibir a enzima lanosterol-14-α-desmetilase (também
denominada P-450DM, por ter como grupo prostético o citocromo P-450) através da
quelação com o átomo de ferro envolvido no citocromo P-450, impedindo que esse exerça
sua ação catalítica. A diminuição da formação do ergosterol eleva o nível de lanosterol e
outros esteróis tóxicos que interferem na estrutura da membrana plasmática, tornando-a
mais vulnerável (BEHR, 2003; BENNETT, 1995) (Figura 1.3). Os azóis também alteram a
atividade de várias enzimas ligadas à membrana, tais como aquelas associadas com
transporte de nutrientes e síntese de quitina (GEORGOPAPADAKOU, 1998; BENNETT,
1995). O cetoconazol I (imidazol), fluconazol II e itraconazol III (triazóis) são
representantes desta classe (Figura 1.2, p. 22).
Figura 1.3 - Ação de azóis inibindo a síntese do ergosterol alterando a
composição da membrana celular.
- as morfolinas (exemplo: amorolfina IV, figura 1.2, p. 22) são substâncias de
origem sintética, que inibem a enzima Δ 14 -redutase, responsável pela redução do 4,4-
dimetil-Δ-colestatrienol, um intermediário chave formado durante a desmetilação do

Introdução 24
lanosterol. Algumas morfolinas também afetam o processo de isomerização na qual a
enzima responsável é a Δ 8 -Δ 7 isomerase (BEHR, 2003).
- as alilaminas (exemplo: terbinafina V, figura 1.2, p. 22) de origem sintética,
inibem a enzima esqualeno epoxidase de maneira não-competitiva, interagindo com um
bolso lipofílico adjacente ao sítio ativo enzimático (BEHR, 2003). Esta enzima esqualeno
epoxidase, juntamente com a (2,3)-óxidoesqualeno ciclase, é responsável pela ciclização do
esqualeno em lanosterol, precursor do ergosterol. A diminuição do ergosterol e a
acumulação do esqualeno afetam a estrutura da membrana e sua função, como a troca de
nutrientes (GEORGOPAPADAKOU, 1998).
- as fluoropirimidinas (exemplo: 5-fluorocitosina VI, figura 1.2, p. 22) têm
espectro limitado de atividade e um potencial tóxico significativo. A resistência à
fluorocitosina é percebida em terapia, principalmente por espécies de Candida. Este
fármaco é utilizado principalmente em combinação com a anfotericina B em meningite
criptocócica e em casos de candidíase disseminada (DISMUKES, 2000). É também
utilizado como um agente simples para o tratamento de cromoblastomicose e micoses do
trato urinário (GEORGOPAPADAKOU, 1998). A 5-fluorocitosina é um pró-fármaco não
pertencente à classe dos inibidores da biossíntese de esterol. Sua ação é interferir na
biossíntese de ácidos nucléicos dos fungos sensíveis, após ser convertida em 5-
fluorouracila pela enzima citosina deaminase, substituindo a uracila por 5-fluorouracila no
RNA do fungo (BEHR, 2003; GEORGOPAPADAKOU, 1998). Este fármaco também é
um potente inibidor da via timidilato sintase, cujo metabólito é o 5-fluorodesoxi-uridina
monofosfato, interferindo na síntese de DNA do fungo (BEHR, 2003).
- os polienos (exemplos: anfotericina B VII e nistatina VIII, figura 1.2, p. 22) são
fungicidas de amplo espectro, sendo utilizados clinicamente como antifúngicos sistêmicos
(anfotericina B) ou tópicos (nistatina). Eles interagem com o ergosterol alterando a
permeabilidade da membrana pela ligação não covalente ao mesmo, formando poros,
causando o extravazamento dos componentes plasmáticos e morte celular (Figura 1.4,
p. 25) (BEHR, 2003). Também causam dano oxidativo que pode contribuir para sua ação
fungicida. Esses fármacos apresentam maior afinidade para o ergosterol fúngico do que
para o colesterol de mamíferos, sendo menos tóxicos para as células de mamíferos
(VICENTE et al., 2003; NOGRADY, 1985). Apesar disso, a anfotericina B provoca lesão
renal grave, podendo levar ao óbito (GEORGOPAPADAKOU, 1998).

Figura 1.4 - Ação da anfotericina B formando poros na membrana
plasmática do fungo.
Introdução 25
- as equinocandinas, das quais o melhor representante da classe é a caspofungina
IX (Figura 1.2, p. 22). Trata-se de um peptídeo cíclico semissintético que inibe, de maneira
não-competitiva, a enzima β(1,3)-D-glicana sintase na biossíntese de β(1,3)-D-glicanas,
polissacarídeos indispensáveis à integridade da parede celular do fungo (LETSCHER-BRU
& HERBRECHT, 2003; DEBONO & GORDEE, 1994). A caspofungina mostrou-se eficaz
no tratamento de candidíase invasiva e aspergiloses in vivo, sendo a mais amplamente
utilizada das equinocandinas (ANTACHOPOULOS et al., 2007).
Apesar de extremamente úteis no tratamento de micoses, alguns efeitos colaterais
dos fármacos antifúngicos são graves, como a lesão renal irreversível que pode ser causada
pela anfotericina B e os distúrbios hormonais causados pelo cetoconazol, que, além disso,
apresenta efeitos teratogênicos em cobaias. Para melhorar o perfil farmacológico da
anfotericina B, reduzindo os efeitos tóxicos indesejáveis, têm sido desenvolvidas técnicas
em que esta é utilizada em formulações ricas em lipídios tais como lipossomas
(Ambisome®) (GEORGOPAPADAKOU, 1998; De MARIE et al., 1994), lipídios
complexos (Abelcet), e dispersões coloidais (Amphocil/Amphotech)
(GEORGOPAPADAKOU, 1998; DISMUKES, 2000). Entretanto, tais formas
farmacêuticas têm sua utilidade limitada devido ao elevado custo.
Outro problema relacionado ao uso de fármacos antifúngicos é o desenvolvimento
de resistência. Para os azóis, uma limitação potencial é a interação com outros fármacos, o
que pode resultar em consequências clínicas adversas. Uma das interações conduz à
diminuição da concentração plasmática do azol, associada a sua baixa absorção ou
diminuição de seu metabolismo. Isto ocorre no tratamento com antiácidos (que elevam o

Introdução 26
pH do trato gastrointestinal, o que diminui a solubilidade dos azóis) ou com o fenobarbital
(um indutor do metabolismo microssomal), respectivamente. Um segundo tipo de interação
pode conduzir a uma toxicidade inesperada de outro fármaco usado concomitantemente
com o azol. Isso ocorre devido à habilidade dos azóis inibirem o metabolismo mediado
pelo sistema citocromo P-450, o que acarreta aumento no nível plasmático de fármaco por
este metabolismo, podendo resultar em concentrações circulantes tóxicas (DISMUKES,
2000). A resistência aos polienos é associada à alteração dos lipídeos de membrana,
particularmente os esteróis (GEORGOPAPADAKOU, 1998). Devido ao seu lançamento
relativamente recente, ainda não se têm relatos de efeitos graves provocados pela
caspofungina.
Em vista do acima exposto, fica evidente que o desenvolvimento de novos
fármacos antifúngicos é extremamente necessário. Nesse sentido, é importante ressaltar
que o desenvolvimento de fármacos que atuem por mecanismo distinto daqueles existentes
no arsenal terapêutico é de interesse, pois permite o uso em associação com outros
antifúngicos, evitando ou, pelo menos, diminuindo o risco de resistência. Assim, a busca
de outros alvos moleculares, específicos para os fungos e essenciais para a sua viabilidade
celular, tais como as enzimas envolvidas na síntese de sua parede celular, é um campo
importante a ser explorado em pesquisas, e tem-se mostrado muito atrativo (BEHR, 2003).
1.2 Alvos moleculares para a descoberta de novos antifúngicos: quitinase e
hexosaminidase
A parede celular dos fungos é constituída basicamente por três macromoléculas: as
glicanas, as manoproteínas e a quitina. As glicanas geralmente são os elementos mais
abundantes da parede e são constituídas por unidades de glicose ligadas β-(1,3)-, ou
ocasionalmente β-(1,6) e α-(1,3) (BEHR, 2003). A enzima β-1,3-glicana sintase é a mais
importante envolvida na construção deste polímero, componente essencial da parede que
garante muitas de suas propriedades físicas. Estudos sobre inibidores desta enzima
conduziram ao desenvolvimento da caspofungina, antifúngico anteriormente citado e
pertencente à classe das equinocandinas. Outros inibidores de β-1,3-glicana sintase estão
sendo também estudados, como por exemplo os triterpenos enfumafungina, arundifungina
e ergokonina A (Figura 1.5, p. 27) (VICENTE et al., 2003).

HO HO
OH
O
AcO
O
OH
Enfumafungina
O
H
H
HOOC
H
COOH
O
O
Arundifungina
OH
OH
O
HO
S
O
O
OH
NH 2
OH
O
H
O
O OH
O
Figura 1.5 – Estruturas de Enfumafugina, Arundifungina e Ergokonina A.
Introdução 27
OH
Ergokonina A
As manoproteínas formam a camada externa da parede celular dos fungos e estão
em sua maioria ligadas por β-(1,6) e β-(1,3)-glicanas, constituindo cerca de 40 % da parede
celular de fungos. Inicialmente pesquisas com este alvo, como a descoberta dos produtos
naturais benanomicina (CHIOU et al., 2000) e pradimicina (RAWLINGS, 1997) (Figura
1.6), constataram que uma interação do grupo carboxila livre destes compostos, com a
porção sacarídica das manoproteínas, conduz a destruição da membrana plasmática e
extravasamento do potássio intracelular. Apesar da grande interação com as
manoproteínas, estes compostos tiveram seu estudo interrompido por exibirem severa
toxicidade (VICENTE et al., 2003; BEHR, 2003).
HO HO
CH3O
O
OH
OH
O
O
O
OH
H3C Benanomicina
HO
OH
O
OH
OH
CH 3
CONHCHCOOH
CH 3
O
CH 3O
OH
HO
OH
Figura 1.6 - Estruturas de Benanomicina e Pradimicina.
O
O
OH
HO HO
Pradimicina
CONHCHCOOH
O
HO
CH 3
CH 3
O
OH
O
CH 3
O NHCH3 A quitina é um polímero de N-acetilglicosamina ligadas por ligação β-(1,4). É um
importante constituinte da parede celular dos fungos, sendo responsável pela manutenção
da forma da parede das células, desempenhando um papel essencial durante o crescimento
do fungo (Figura 1.7, p. 28).

O HO
OH
O
HO
O
NH
O
C CH3
OH
O
C CH3 NH
O
QUITINA
O
HO
Figura 1.7 - Estrutura da quitina.
OH
O
O
NH
O
C CH3
n
Introdução 28
As quitinases e as hexosaminidases são duas das diversas classes de enzimas
envolvidas na biossíntese de quitina. Essas enzimas são hidrolases com especificidades
diferentes. Enquanto as quitinases quebram ligações glicosídicas internas da quitina
(ANDERSEN et al., 2005), as hexosaminidases quebram ligações glicosídicas a partir de
extremidades não redutoras da quitina, liberando unidades de N-acetilglicosamina
(COHEN-KUPIEC & CHET, 1998).
As quitinases em fungos são essenciais para o metabolismo da parede, quando há a
necessidade da degradação da parede pré-existente, estando presentes em todos os estágios
de atividade relacionados com o crescimento, isto é, durante a germinação do esporo,
ramificação e fusão das hifas (GOODAY et al., 1992). Elas também podem estar
envolvidas na modelagem das microfibras de quitina dentro da parede, determinando seu
comprimento de cadeia e grau de ligação com outros polímeros da parede (McNAB &
GLOVER, 1991).
As N-acetilhexosaminidases são importantes pois desempenham a função de
mediadoras entre a quebra e síntese da quitina durante o crescimento fúngico. Dessa forma,
essas enzimas estão em franca atividade, já que a quitina é continuamente modificada
durante aquele processo. Desse modo, quitinases e hexosaminidases são excelentes alvos
para o desenvolvimento de novos antifúngicos (HORSCH et al., 1997).
Há na literatura diversos relatos de substâncias de origem natural e sintética que
apresentam atividade inibitória de quitinases ou hexosaminidases de fungos (BERECIBAR
et al., 1999). Os inibidores de quitinase são, em geral, di-ou trissacarídeos derivados de
N-acetilglicosamina ou N-acetilalosamina, sendo, por exemplo, a alosamidina X (Tabela
1.1, p. 29), um pseudo-trissacarídeo de origem natural, um dos mais potentes e de mais
amplo espectro inibidor de quitinases.

HO
HO
OH
O
NH
O
O
C CH3
HO
O
C CH3
NH
Tabela 1.1 - Inibição de quitinases fúngicas pela alosamidina X e valores de Ki
OH
X
O
O
HO
Fungo Ki (μM)
Candida albicans 0,23
Streptomyces griseus 3,7
Mucor rouxii 6,4
______________________________________________
Ki – constante de inibição
OH
O
N
N
Introdução 29
Diversos inibidores de hexosaminidases são também descritos (HORSCH et al.,
1997), sendo eles, de modo geral, derivados monossacarídicos ou análogos da
N-acetilglicosamina. A Tabela 1.2 abaixo relaciona as constantes de inibição de uma série
de inibidores de hexosaminidases de origem sintética frente a uma hexosaminidase do
fungo Aspergillus niger (HORSCH et al., 1997).
HO
HO
HO
HO
OH
O
OH
O
HNAc
H
N N
O
N
XI H
XII
HNAc
O
HO
HO
OH
O
HNAc
HO
HO
NOH
HO
HO
OH
O
HNAc
OH
NH
HNAc
N O
OH
O
N
H
HO
HO
OH
NH
XIII XIV XV XVI
Tabela 1.2 - Inibição de hexosaminidase de Aspergillus niger pelos inibidores XI –XVI
Constante de inibição (μM)
Aspergilus niger XI XII XIII XIV XV XVI
HNAc
0,5 6 19,3 73 1,2 1000
Do ponto de vista sintético, o desenvolvimento de inibidores de hexosaminidases é
mais atraente do que o de inibidores de quitinases, dada a sua menor complexidade
estrutural. Dessa forma, há um maior número de relatos de síntese de inibidores de
hexosaminidases quando comparados aos inibidores de quitinases.
Na Figura 1.8 (p. 30) são representados mecanismos de reação de uma N-
acetilhexosaminidase. O caminho a mostra o mecanismo de reação segundo a hipótese
mais aceita de Sinnott (SINNOTT, 1990), para β-glicosidase em geral. A quebra da ligação

Introdução 30
glicosídica se dá por um mecanismo ácido/base que envolve dois resíduos de ácido
carboxílico do sítio catalítico da enzima, um (A-H) atuando como catalisador ácido/base, e
um outro, como um nucleófilo. Por esse caminho é formado um intermediário acil-enzima,
ligado covalentemente. O caminho b representa a adaptação do mecanismo geral de
β-glicosidase para um caso de N-acetilhexosaminidase. Nesse caso, o grupo ácido do sítio
ativo atua auxiliando o ataque nucleofílico do grupo polar acetamido a C-1. Pela formação
do íon oxazolínio, o grupo acetamido do próprio substrato contribui para a estabilização do
intermediário e assim, para a aceleração da liberação da aglicona (KATO et al., 2005;
HORSCH et al., 1997).
a)
b)
HOCH 2
H
HO O O R
HO
O
HN
O
HOCH2
HO
HO
O
HO
HO
HOCH 2
δ δ
O
A
δ
δ
O
HN
A
H
OR
O
ROH
O
O
HOCH 2
HO
HO
H
O
HN
A
δ
O R
δ O
HOCH 2
HO
HO
O
HN
A
O
H2O
HOCH 2
HO
HO
H
O
HN
A
δ
O H
O δ
O
O
O ROH
O
O
O
HN
O
O
O
A
H 2O
HOCH 2
HO
HO
H
HOCH 2
HO O O H
Figura 1.8 - Representação esquemática de dois possíveis mecanismos de reação de
uma N-acetilhexosaminidase (HORSCH et al., 1997).
O
O
HN
HO
A
H
OH
O
O
O
HN
O
O
A
δ
δ

Introdução 31
A tolerância das hexosaminidases para a aglicona R é geralmente bastante grande
com cadeia de carboidratos de glicoproteínas, mas é igualmente alta com resíduo não-
carboidrato, como de glicosídeos fenólicos, alcalóides e esteróides.
1.3 Ocorrência e importância de quitinases e hexosaminidases em outros
organismos
A quitina, além de estar presente em fungos, também se encontra em insetos e
crustáceos (VICENTE et al., 2003). As quitinases são importantes nas transformações da
cutícula de insetos. A atividade destas enzimas encontra-se aumentada durante o
crescimento de insetos, quando ocorre a ecdise, o que está associado à síntese e degradação
da quitina (SAKUDA et al., 1986).
No flebotomíneo Aedes aegypti, a quitina é um dos componentes principais da
matriz peritrófica (MP) formada no meio intestinal da fêmea adulta após esta alimentar-se
de sangue, o que ocasiona a proteção do sangue ingerido contra micróbios patogênicos,
promovendo uma barreira a sua distribuição e crescimento subsequente (FILHO et al.,
2002). Os inibidores de quitinases têm utilidade como fungicidas e inseticidas (CORBETT
et al., 1994).
Estudos mostraram que quando o flebotomíneo Aedes aegypti se alimenta de
alosamidina X (p. 29) ocorre a formação atípica da matriz peritrófica (MP), sugerindo a
presença de um sistema quitinolítico no intestino do inseto, responsável pela modificação e
controle da formação da MP. O conhecimento de como este sistema quitinolítico funciona
e sua função na formação da MP pode facilitar o desenvolvimento de estratégias que
podem ser usadas para manipular o processo natural, incluindo a interrupção da invasão de
patógenos em mosquitos vetores (FILHO et al., 2002).
As quitinases são encontradas ainda em uma grande maioria de organismos,
incluindo aqueles que não apresentam a quitina em sua constituição, como em bactérias,
nematódeos e plantas (COHEN-KUPIEC & CHET, 1998). Em bactérias (como Serratia e
Streptomyces) e nematódeos (Onchocerca gibsoni) (McNAB & GLOVER, 1991), sua
função está relacionada à nutrição. Dessa forma, a hidrólise de uma variedade de quitinas
encontradas na natureza permite ao organismo utilizar esses polímeros como fonte de
energia (VAN AALTEN et al., 2001; COHEN-KUPIEC & CHET, 1998). Em nematódeos,
as quitinases estão presentes na casca do ovo e contribuem para a manutenção de sua
integridade (ARNOLD et al., 1993). A alosamidina X (p. 29) apresenta baixa atividade

Introdução 32
contra quitinases de bactéria (Serratia e Streptomyces), mas elevada atividade para
quitinases do nematódeo Onchocerca gibsoni (ARNOLD et al., 1993).
Em plantas, as quitinases são induzidas em resposta a uma grande variedade de
estresse físico ou abiótico e sua atividade aumenta como parte da resposta à ação
patogênica sofrida (COHEN-KUPIEC & CHET, 1998; HODGE et al., 1996). Nesses
casos, essas enzimas possuem um papel de defesa contra organismos que possuem quitina
em sua composição, inibindo in vitro o crescimento de fungos filamentosos, especialmente
em combinação com β-1,3-glicanase (COHEN-KUPIEC & CHET, 1998; ISELI et al.,
1996).
Os glicosídeos da N-acetilglicosamina estão extensamente distribuídos nos
organismos vivos e inclusive em humanos, onde são encontrados no leite, em substâncias
do grupo sanguíneo, nos antígenos lipopolissacarídeos de bactérias, onde constituem os
epitopos dominantes (PISTIA-BRUEGGEMAN & HOLLINGSWORTH, 2003). Em
doenças como diabetes, leucemia e câncer a atividade de hexosaminidases encontra-se
aumentada. As glicosaminoglicanas são polissacarídeos presentes na superfície e na matriz
extracelular de todas as células de animais, sendo encontradas normalmente ligadas a
proteínas formando as proteoglicanas e desempenhando um papel importante na maioria
dos processos de regulação. O catabolismo de glicosaminoglicanas por uma N-
acetilglicosaminidase interfere na ação e regulação dessas proteínas, como as relacionadas
ao fator de crescimento (IMBERTY et al., 2007; KATO et al., 2005).
Em casos de artrite reumatóide, em que ocorre inflamação articular crônica, estão
associadas várias mudanças patológicas, tais como inchaço, danos à cartilagem, perda de
função, etc. O sulfato de condroitina XVII (Figura 1.9, p. 33) é uma glicosaminoglicana
que faz parte da estrutura proteoglicana da cartilagem articular e tem como estrutura
precursora a glicosamina (CHOU et al., 2005). A característica da artrite reumatóide e da
osteoartrite é o desequilíbrio na síntese e degradação de componentes cartilaginosos, como
por exemplo da glicosaminoglicana, que se encontra em concentração reduzida. A
degradação da cartilagem matriz é, em parte, acelerada pelo catabolismo da
glicosaminoglicana, realizado por uma hexosaminidase. A glicosamina nestes casos, é
fonte de hexosamina de precursores sulfatados para a síntese de glicosaminoglicanas. A
inibição da atividade de hexosaminidases representa uma nova estratégia para prevenir ou
reverter a degradação da cartilagem em pacientes com osteoartrite (CHOU et al., 2005;
REGINSTER et al., 2003).

HO
O
COO
O
OH
HO
O
OSO3
O
XVII
HO
O
NH
O
C CH3 OH
O
COO
Figura 1.9 - Estrutura do sulfato de condroitina XVII.
O
n
Introdução 33
1.4 Importância de derivados da glicosamina em outros processos
biológicos
Além da importância nos processos apresentados anteriormente, a glicosamina e
seus derivados estão amplamente distribuídos em vários outros processos biológicos, seja
fazendo parte de componentes importantes ou por atuação de seus derivados na inibição de
enzimas envolvidas em processos patológicos. Dessa forma, vários derivados da
glicosamina estão sendo atualmente estudados como:
- inibidores de transglutaminases: derivados de glicosamina que apresentam grupos
hidrofóbicos acila (de 2 a 18 átomos de carbono) e grupos alquila (de 1 a 5 átomos de
carbono) nas posições C-1, C-3, C-4 e C-6, além do grupo amino livre (Figura 1.10) estão
sendo estudados em testes de inibição de transglutaminases. Estas enzimas desempenham
um papel importante na patologia de várias doenças como artrite degenerativa, doenças
auto-imunes, câncer, meningite, úlcera gástrica, e doenças neurológicas tais como mal de
Alzheimer, demência, Parkinson, por causarem um desequilíbrio no controle regulatório
associado a seu nível de expressão, que nestes casos se encontra elevado. O mecanismo de
inibição de transglutaminases pela glicosamina e seus derivados está relacionado à
formação de uma cadeia de glicosamina na qual o grupo amino se liga ao sítio ativo da
enzima (KIM, 2007).
H3CCH2CH2O
H3CCH2CH2O
OCH2CH2CH3
O
NH2
OCH2CH2CH3
H3CCH2OCO
H3CCH2OCO
OCOCH2CH3
O
NH2
OCOCH2CH3
Figura 1.10 - Alguns derivados de glicosamina inibidores de
transglutaminases.

Introdução 34
- antibacterianos: análogos sintéticos de um fragmento de uma superfície
polissacarídica bacteriana como os derivados oligossacarídicos de glicosamina com 5, 7, 9
e 11 resíduos de monossacarídeos com os grupos amino livres ou acetilados (Figura 1.11)
estão sendo investigados quanto às suas propriedades imunológicas. Estes fragmentos são
utilizados como antígenos e têm-se mostrado potencialmente bons como agentes
imunoterapêuticos. Um dos maiores componentes de superfície de origem oligossacarídica,
derivado da glicosamina, é o poli-β(1,6)-N-acetilglicosamina, inclusive para a superfície de
Stafilococcus aureus. (GENING et al., 2007).
OH
HO HO
R = H ou Ac
O
O
NHR
HO
HO
n = 3, 5, 7 e 9
átomos de carbono
O
O
NHR
HO
HO
O
O
NHR
n
NHAc
Figura 1.11 - Estrutura dos análogos de fragmentos
oligossacarídicos encontrados na membrana plasmática de
bactérias.
Derivados do ácido murâmico também estão sendo desenvolvidos como
antibacterianos. O ácido N-acetilmurâmico participa da biossíntese do ácido N-acetil-
murâmico-UDP (Figura 1.12, p. 35) que é um substrato de enzimas Mur ligases. Estas
enzimas catalisam passos essenciais da biossíntese da parede celular bacteriana. A síntese
total deste substrato foi realizada por Babic em 2007, o que propiciou também, a obtenção
de intermediários modificados que estão sendo avaliados pelo grupo (BABIC & PECAR,
2007).

H3C
O
HO
HO O
C OH
O
C
O
NH
CH3
OH
ÁCIDO N-ACETIL-MURÂMICO
H3C
O
HO
HO O
C OH
O
O
O O
NH
O
C
P O P O
OH OH
CH3
OH OH
ÁCIDO-N-ACETIL-MURÂMICO-UDP
O
O
N
NH
Introdução 35
Figura 1.12 - Estruturas do ácido N-acetil-murâmico e do N-acetil-murâmico-
UDP.
- antitumorais: derivados de glicosamina têm sido estudados como inibidores de
enzimas responsáveis pela degradação da matriz proteica extracelular. Por exemplo, a
enzima MMP-9, da classe das metaloproteinases da matriz extracelular (MMPs), é
encontrada em níveis elevados durante os processos de metástases de tumores malignos. O
derivado carboxi da glicosamina (Figura 1.13) inibe a expressão e atividade da enzima
MMP-9 em linhagem de célula HT1080 de fibrosarcoma humano (MENDIS et al., 2006).
HO HO
OH
O
H
N
C
O
OH
Figura 1.13 - Derivado carboxi da glicosamina com potencial atividade antitumoral
- antivirais: derivados mais polares do ácido glicirrízico, obtidos por introdução de
α-D-glicosamina e β-D-glicosilaminas em sua cadeia glicosídica, têm sido estudados como
inibidores da replicação de DNA e RNA viral (Figura 1.14, p. 36). O ácido glicirrízico e
seu sal são inibidores in vitro da replicação do DNA e RNA de vírus, por exemplo, em
casos de herpes simples e estomatite vesicular. Alguns estudos com a administração do
ácido glicirrízico em pacientes portadores do HIV-1, demonstraram que ocorre um
aumento no nível de linfócitos T-4 e diminuição do nível de antígenos virais
(KONDRATENKO et al., 2004).
O
O
Na
O

HO HO
O
C
HO
HO
O
C
R1
O
OH
R1
O
O
O
O
R = H;
R HO
HO
1 =
COOR
DERIVADO
ÁCIDO GLICIRRÍZICO
R = H e R 1 = OH
OH
O
HNAc
Figura 1.14 - Estrutura do ácido glicirrízico e de derivado conjugado
com β-D-glicosilamina.
NH
Introdução 36
Com base no exposto nesta introdução, pode-se esperar que derivados da N-
acetilglicosamina possam interferir em vários processos biológicos, incluindo os de
biossíntese de parede celular de fungos e bactérias, impedindo o crescimento desses
microorganismos, o que poderá levá-los à morte.
Assim, no âmbito de um programa de síntese de potenciais agentes antifúngicos e
antibacterianos a partir de carboidratos, relata-se neste trabalho a síntese e avaliação da
atividade antimicrobiana de alguns derivados e análogos da N-acetilglicosamina.

2 OBJETIVOS E JUSTIFICATIVA
2.1 Objetivos
Objetivos e justificativa 37
Planejou-se neste trabalho a síntese de glicosídeos aromáticos da
N-acetilglicosamina de série α e β em que os grupos hidroxila de C-3, C-4 e C-6 fossem
substituídos por grupos azido, com inversão (C-3 e C-4) ou retenção de configuração
(C-4). Objetivou-se avaliar a possibilidade dessas modificações resultarem em substâncias
com potencial atividade antimicrobiana. Hipoteticamente essas substâncias poderiam atuar
como antimetabólitos ou inibidores enzimáticos no metabolismo de fungos e bactérias.
2.2 Justificativa
A obtenção de substâncias derivadas de carbohidratos com atividade biológica, pela
substituição de grupo hidroxila por azido é descrita (MAGALHÃES, 2002; CIOLETTI,
2000).

3 PLANO DE SÍNTESE
Neste trabalho, foram planejadas duas séries de derivados:
Plano de síntese 38
- uma em que o grupo hidroxila da posição C-6 de derivados glicosídicos da
N-acetilglicosamina seria substituído por N3, NH2 e NHCOCH3. Utilizariam-se glicosídeos
aromáticos de configuração β por serem os mais comumentes encontrados nos derivados
naturais da N-acetilglicosamina. A análise retrossintética para obtenção de 10-15 está
mostrada no Esquema 3.1. Como agliconas aromáticas foram escolhidas o 4-metilfenol e o
4-metoxicarbonilfenol, ambos disponíveis em quantidade no laboratório, contendo grupos
no anel aromático com efeitos eletrônicos contrários, um indutivo positivo (CH3) e outro
mesomérico retirador de elétrons (COOCH3), passíveis de serem transformados para
obtenção de derivados adicionais.
HO HO
HO
HO
HO HO
6
NHCOCH3
O
X
OH
O
HNAc OH
2
OH
NHAc
14: X= R1
15: X = R2
O
OH
H2N. H2SO4
1
IGF HO
HO
6
NH2
O
NHAc
X
IGF
12: X = R1
13: X = R2
AcO AcO
OAc
O
HNAc Cl
3
HO
HO
6
N3
O
NHAc
10: X = R1
11: X = R2
OAc
O
AcO
AcO
HNAc
4: X = R1
5: X = R2
R1 = O CH3 R2 = O
Esquema 3.1 – Retrossíntese para obtenção de 10-15.
X
COOCH 3
X
HO HO
HO
HO
4 6
3
6
5
O
S
O
O
O
X
OH
NHAc
8: X = R1
9: X = R2
O
2
1
NHAc
X
6: X = R1
7: X = R2
A proposta de síntese é apresentada no esquema 3.2 (p. 39). A estratégia seria
inicialmente a obtenção dos intermediários 6 e 7, derivados β do 4-metilfenol e do
4-metoxicarbonilfenol respectivamente, a partir do sulfato da N-acetilglicosamina e suas
utilizações para as modificações posteriores na posição C-6 do açúcar. A hidroxila da
posição C-6 de ambos os intermediários seria transformada em grupo tosila e posterior
substituição do mesmo por grupo azido, pela reação com azida de sódio, conduziria aos
CH 3

Plano de síntese 39
derivados monoazido 10 e 11, respectivamente. As modificações seguintes como redução e
posterior acetilação conduziriam aos derivados amino 12 e 13, e acetamido 14 e 15,
respectivamente.
OH
HO
HO
O
OH
HO HO
HO HO
H 2N. H 2SO 4
1
NH2 O
AcNH
12: X = R 1;
13: X = R 2
VIII
NHCOCH3 O
AcNH
14: X = R 1;
15: X = R 2
X
X
I
VII
OH
HO
HO
O
HNAc
2
OH
HO HO
N3 O
AcNH
10: X = R 1;
11: X = R 2
X
R 1 = O CH 3
I) MeONa/MeOH, Ac 2O; II) CH 3COCl; IIIa) 4-Metilfenol, Bu 4NBr, NaOH; IIIb) 4-Metoxicarbonilfenol, Bu 4NBr, NaOH; IV) MeONa/MeOH;
V) Cloreto de tosila, py; VI) NaN 3, DMF; VII) H 2/Pd-C, MeOH; VIII) Ac 2O, MeOH
II
VI
R 2 = O COOCH 3
AcO AcO
HO HO
Esquema 3.2 – Rota de síntese para a obtenção de 10-15.
3
OTs
O
OAc
O
HNAc
Cl
AcNH
8: X = R 1;
9: X = R 2
X
IIIa
IIIb
V
AcO AcO
HO HO
OAc
O
AcNH
4: X = R 1;
5: X = R 2
IV
OH
O
AcNH
6: X = R 1;
7: X = R 2
- a outra série consistiria na substituição dos grupos hidroxila das posições C-3, C-4
e C-6 de glicosídeos aromáticos da N-acetilglicosamina por grupos azido, gerando
derivados 3,6-diazido da série D-gulo ou 4,6-diazido das séries D-glico ou D-galacto,
dependendo do grupo substituinte em C-3 e da posição da aglicona aromática (anômero α
ou β) nos intermediários 4,6-di-O-mesilados. A análise retrossintética está mostrada no
esquema 3.3 (p. 40).
X
X

HO
N3
N3 O
32
X =
AcNH
X
O
OH
N 3
N3 HO
N3 O
AcO AcO
AcNH
X
34
33
MsO
HO
CH 3
N3 O
AcNH
X
OAc
O
AcNH Cl
3
OMs
O
HNAc
27: X = β
28: X = α
OH
X
N3
AcO AcO
HO HO
N3
O
AcNH
X
31 29
OAc
OH
O
O
HNAc
4: X = β
17: X = α
X
OH
H2N.H2SO4 1
Esquema 3.3 – Retrossíntese para obtenção de 29-34.
N3
N3 O
BzO X
AcNH
AcO AcO
MsO
O
C
O
HO HO
OAc
O
AcNH
16
Plano de síntese 40
OMs
O
HNAc
25: X = β
26: X = α
OH
BzO
O
NHAc X
6: X = β
18: X = α
OAc
N 3
X
30
N3 O
AcNH
X
Na proposta de síntese apresentada no esquema 3.4 (p. 41) pode-se observar que o
mesmo intermediário (6) proposto anteriormente (Esquema 3.2, p. 39) também seria
utilizado na formação de derivados diazido das séries galacto 29 e gulo 31, pela conversão
das hidroxilas de C-4 e C-6 em grupos mesila e posterior reação com azida de sódio.
O derivado α do 4-metoxicarbonilfenol 18 também seria obtido a partir do sulfato
de glicosamina, sendo utilizado na síntese que conduziria a modificações em dois carbonos
por grupos mesila e posterior grupo azido, na preparação dos derivados diazido da série
galacto 30 e 32 e dos derivados diazido das séries glico 33 e gulo 34.

OH
HO
HO
O
OH
X =
H 2N. H 2SO 4
1
O
HO
O
OH
O
AcNH
C
O 23: X = β
24: X = α
MsO
O
X
OMs
O
AcNH
C
O 25: X = β
26: X = α
N 3
O
C
O
CH 3
XII
N3 O
AcNH
29
I
X
X
X
OH
HO
HO
O
HNAc
2
OH
AcO
AcO
OAc
O
OAc
IX
XII
XI
V
16
HNAc
O
C
O
MsO
HO
O
O
O
II AcO
AcO
OAc
O
III
Plano de síntese 41
I) MeONa/MeOH, Ac 2O; II) HCl/CH 3COCl; III) 4-Metilfenol, Bu 4NBr, NaOH; IV) MeONa/MeOH; V) ZnCl 2/Ac 2O; VI) 4-Metilfenol, ZnCl 2; VII)
PhCHO, ZnCl 2; VIII) Cloreto de benzoíla, py; IX) H 2/Pd-C, MeOH; X ) Cloreto de mesila, py; XI) H 2NNH 2, MeOH; XII) NaN 3, DMF
VI
O
AcNH
C
O 21: X = β
22: X = α
OMs
O
AcNH
27: X = β
28: X = α
N3 O
AcNH
X
X
AcO AcO
Esquema 3.4 – Rota de síntese para a obtenção de 29-34.
N 3
30
XII
X
OH
3
HNAc
Cl
OAc
O
AcNH
17 OR
XII
N 3
VIII
N3
O
AcNH
31
OH
N3
X
IV
N3
O
AcNH X
32
HO
AcO AcO
HO HO
O
O
HO
N 3
4
OAc
O
AcNH
IV
OH
O
AcNH
6: X = β
18: X = α
VII
O
AcNH
19: X = β
20: X = α
N 3
HO
N3 O
AcNH X
34
N3 O
X
X
X
AcNH X
33

4 RESULTADOS E DISCUSSÃO
4.1 Preparação dos Intermediários-Chave 6, 7 e 18
Resultados e discussão 42
A primeira etapa de síntese proposta para a formação dos intermediários-chave 6, 7
e 18 (Esquema 4.1, p. 43) consistiu na obtenção da N-acetilglicosamina 2, com rendimento
de 95 %, a partir do sulfato de glicosamina 1, pela reação deste com metóxido de sódio em
metanol, seguida de filtração do sulfato de sódio formado e adição de anidrido acético
(INOUE et al, 1955). Em seguida, 2, passando por um intermediário peracetilado, foi
convertido no cloreto de glicosila 3, com 69 % de rendimento, pela reação com cloreto de
acetila. O derivado 3 foi formado por reação do intermediário peracetilado em presença de
cloreto de hidrogênio, produzido in situ (HORTON, 1973). O cloreto de glicosila 3 foi
convertido nos glicosídeos de arila de configuração β, 4 e 5, por reação com o 4-metilfenol
e 4-metoxicarbonilfenol, respectivamente, na presença de hidróxido de sódio, em
condições de transferência de fase (ROY et al., 1990), com 39 % e 60 % de rendimento,
respectivamente.
Foi efetuada, paralelamente, a síntese do glicosídeo de arila de configuração α 17,
derivado do 4-metilfenol (Esquema 4.1, p. 43). Na preparação de 17, inicialmente o
composto 2 foi tratado com anidrido acético, em presença de cloreto de zinco, conduzindo
ao peracetilado 16, com 32 % de rendimento (CONCHIE et al., 1957). Em seguida, 16 foi
convertido no α-glicosídeo protegido 17, com 59 % de rendimento, por reação de
Helferich com 4-metilfenol, na presença de cloreto de zinco (VOCADLO et al., 2005).
Os glicosídeos 6, 7 e 18 (Esquema 4.1, p. 43) foram obtidos por reação de
transesterificação de 4, 5 e 17, com metóxido de sódio em metanol (VOCADLO et al.,
2005), com rendimento quantitativo.
Tendo em vista que 6, 7 e 18 são descritos na literatura, serão discutidos apenas os
resultados referentes aos produtos obtidos a partir deles.

OH
HO
HO
O
OH
R 1 =
R 2 =
H2N. H2SO4 1
CH 3
I
COOCH 3
OH
HO
HO
O
OH
AcO
AcO
HNAc
HNAc
2 3 Cl
AcO
AcO
OAc
O
OAc
AcO AcO
II
HNAc
16
III
OAc
O
AcNH OR1
17
AcO AcO
Resultados e discussão 43
I) MeONa/MeO H, Ac 2O; II) ZnCl 2/Ac 2O; III) 4-Metilfenol, ZnCl 2; IV) MeONa/MeOH; V) HCl/CH 3COCl; VI) 4-Metilfenol, Bu 4NBr,
NaOH; VII) 4-Metoxicarbonilfenol, Bu 4NBr, NaOH
IV
V
HO HO
OAc
O
VI
OAc
O
AcNH
4
IV
OH
O
AcNH
6: β
18: α
Esquema 4.1 - Rota de síntese para obtenção dos glicosídeos 6, 7 e 18.
4.2 Obtenção dos Derivados Modificados em C-6
VII
OR 1
OR 1
AcO
AcO
OAc
O
OR2
AcNH
5
IV
OH
HO
HO
O
OR2
AcNH
7
4.2.1 Síntese de 2-acetamido-6-azido-2,6-didesoxi-ββββ-D-glicopiranosídeo de
4-metilfenila (10) e 2-acetamido-6-azido-2,6-didesoxi-ββββ-D-glicopiranosídeo
de 4-metoxicarbonilfenila (11)
HO HO
OH
O
O
NHAc
6 R = CH 3
7 R = COOCH3
R
TsCl
pi
HO HO
O
O
S
O
O
O
NHAc
8 R = CH3
9 R = COOCH3
CH3
HO HO
N3
R 10 R = CH3
11 R = COOCH3
O
O
NHAc
A preparação dos derivados azido 10 e 11 requer primeiramente a ativação da
hidroxila que se pretende substituir por grupo azido. A reação de tosilação é uma estratégia
importante para a ativação de álcoois, objetivando a substituição (via SN2) do grupo tosila
por um nucleófilo (ARITA et al., 1978; TERANISHI, 2002). A tosilação conduz a um
sulfonato com retenção de configuração já que não há ligação sendo formada ou quebrada
no átomo de carbono (WARREN et al., 2001). Em vista de ser volumoso, o grupo tosila
reage seletivamente com a hidroxila primária, sendo esta estericamente mais acessível
(CAREY & SUNDBERG, 1993; COLLINS & FERRIER, 1996).
R

Resultados e discussão 44
Os sulfonatos utilizados para ativar um álcool podem ser os metanossulfonatos
(mesilatos), p-toluenossulfonatos (tosilatos), p-bromobenzenossulfonatos (brosilatos) e
trifluorometanossulfonatos (triflatos), preparados em piridina anidra e usando-se o cloreto
de ácido correspondente ou o anidrido trifluorometanossulfônico (STICK, 2001).
A reação de tosilação de 6 (FIGUEIREDO, 2000) e 7 utilizando o cloreto de
p-toluenossulfonila em piridina a - 30 °C (freezer) forneceu 8 com 62 % de rendimento e 9
com 77 % de rendimento, após purificado por CCS. A adição de 3 a 3,5 equivalente molar
do cloreto de p-toluenossulfonila de uma só vez e não aos poucos como descrito por
FIGUEIREDO, foi uma tentativa de acelerar a velocidade da reação, o que de fato ocorreu.
Nos espectros no infravermelho de 8 e 9 foram verificadas, além das bandas
referentes ao estiramento de C=O de amida e deformação angular de N-H de amida,
bandas relativas ao grupo tosila referentes ao estiramento assimétrico e simétrico de S-O2,
apresentados na Tabela 4.1.
Tabela 4.1 - Dados dos espectros no infravermelho relativos às modificações de 8 e 9
Atribuição
⎺ν/cm- 1
8 9
S-O2 estiramento assimétrico 1339 1345
S-O2 estiramento simétrico 1176 1175
S-O-C estiramento 971 961
Nos espectros de RMN de 1 H de 8 e 9 (Figuras 4.1, p. 45 e 4.2, p. 46) observaram-
se dois dupletos com integrais para dois hidrogênios cada, referentes aos hidrogênios
aromáticos do grupo tosila e o sinal atribuído aos três hidrogênios metílicos desse grupo,
conforme indicado na Tabela 4.2. Os sinais foram atribuídos com o auxílio de mapa de
contornos COSY.
Tabela 4.2 - Dados dos espectros de RMN de 1 H relacionados às modificações de 8 e 9
δδδδ (ppm) Multiplicidade J (Hz) Atribuição
8 9 8 9 8 9 8 e 9
7,73 7,70 d d J12,13 8,2 J12,13 8,2 H-12
7,36 7,30 d d J13,12 8,2 J13,12 8,2 H-13
2,36 2,32 s s - - SO2C6H4CH3

Resultados e discussão 45
É importante ressaltar que neste trabalho todas as substâncias são derivadas da
N-acetilglicosamina e algumas modificações como introdução de grupo azido à molécula
foram realizadas. Observaram-se em alguns espectros de RMN de 1 H bandas com sinais
alargados para H-2, H-3, H-4 e H-6 quando estes hidrogênios acoplam com grupos
contendo o átomo de nitrogênio. Este pequeno alargamento ocorre por efeito do
quadrupolo elétrico do 14 N relativo ao aumento de sua velocidade de relaxação de T1 (GIL
& GERALDES, 1987).
7.85
7.80
7.75
7.71
NH
H-12
7.37
7.33
7.08
7.04
H-13
H-9
6.81
6.76
H-8
H-1
4.92
4.88
12
O
13
CH3 14
6a
H S 11
O
6b O
4 H 5 O
HO 2
HO
1 O 7
8
9
3 NHAc
8
DMSO-d6
4.29
4.25
4.14
4.11
4.09
4.06
3.68
3.63
3.59
3.54
3.51
3.44
3.40
3.35
3.24
3.18
3.14
3.09
2.50
2.49
2.48
2.35
2.23
H-6b,
H-6a
H-2, 5
H-4
H-3
2.97 2.01 2.18 2.03
1.12
1.12 6.02 1.15
6.41 2.84
7.5 7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0
Chemical Shift (ppm)
Figura 4.1 - Espectro de RMN de 1 H e expansão (200MHz; DMSO-d6; δ) de 8.
10
CH3
1.95
1.80
CH3
δ

7.89
7.85
7.82
7.72
7.68
H-12, NH
H-13
7.31
7.27
H-8
7.02
6.98
H-9
12
O
6a
H S 11
6b O
O
4 H
O
HO 2
HO
1 O 7
3 NHAc
9
5.48
5.45
5.25
5.22
5.14
5.10
4.31
4.26
4.16
4.13
4.11
4.08
3.82
3.69
3.65
3.45
3.44
3.41
3.37
3.23
3.20
3.18
3.16
Resultados e discussão 46
DMSO-d6
5.18 2.03 2.02 1.00 1.96 2.08 5.10 1.15 0.97
2.97 2.78
2.31
2.27
7.5 7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0
Chemical Shift (ppm)
Figura 4.2 - Espectro de RMN de 1 H (200 MHz; DMSO-d6; δ) de 9.
2.49
1.97
1.79
Nos espectros de RMN de 13 C de 8 e 9 (Figuras 4.3 e 4.4, p. 47) observaram-se os
sinais relativos aos carbonos aromáticos e metila do grupo tosila (Tabela 4.3). Os sinais
foram atribuídos com o auxílio do mapa de contornos HMQC.
13
OH
14
CH3
8
OH
10
Tabela 4.3 - Dados dos espectros de RMN de 13 C relacionados às modificações de 8 e 9
9
COOCH3
H-1
H-6b
OCH3
H-6a
δδδδ (ppm) Atribuição
8 9 8 9
144,9 144,8 C-11 C-11
132,1 132,1 C-14 C-14
130,0 129,9 C-13 C-13
126,3 127,5 C-12 C-12
21,1 100,9 SO2C6H4CH3 SO2C6H4CH3
H-2,
H-5
H-3
ou
H-4
H-4
ou
H-3
CH3
δ

CO
169.34
155.17
144.88
132.16
131.16
130.06
129.73
127.56
116.49
99.16
73.58
73.41
69.80
Resultados e discussão 47
DMSO-d6
40.32
39.91
39.50
39.08
38.66
23.05
21.09
20.17
170 160 150 140 130 120 110 100 90 80 70 60 50 40 30 20
Chemical Shift (ppm)
Figura 4.3 - Espectro de RMN de 13 C e expansão (50 MHz; DMSO-d6; δ) de 8.
169.39
165.75
160.68
C-7
C6H4COOCH3
NHCOCH3
C-7
C-11
144.83
C-11
C-10
C-14
C-13
12
O
13
CH3 14
6a
H S 11
O
6b O
4 H 5 O
HO 2
HO
1 O 7
8
9
3 NHAc
C-8
132.11
131.07
129.97
127.55
123.33
C-14
C-9
C-9
8
116.05
C-12
12
O
97.97
73.56
69.72
69.58
170 160 150 140 130 120 110 100 90 80 70 60 50 40 30 20
Chemical Shift (ppm)
Figura 4.4 - Espectro de RMN de 13 C (50 MHz; DMSO-d6; δ) de 9.
13
C-1
14
6a
H S 11
6b O
O
4 H
O
HO 2
HO
1 O 7
3 NHAc
C-13
C-12
C-10
9
C-8
10
CH3
8
CH 3
10
9
C-3
COOCH3
C-5
C-4, 6
55.36
C-2
55.12
51.96
C-4
C-5,
ou
C-1 C-3 ou C-2
C-3
C-4
OCH3
C-6
DMSO-d6
40.33
39.91
39.50
39.07
38.66
CH3
23.03
21.03
CH3
δ
δ

Resultados e discussão 48
A próxima etapa de síntese foi a substituição via SN2 dos tosilatos pelo nucleófilo
azido. Estes derivados são intermediários importantes para a síntese de vários compostos
contendo nitrogênio, principalmente aminas. O grupo azido é usualmente introduzido via
reação SN2 entre um derivado halogenado ou sulfonado e a azida de sódio, sob
aquecimento usualmente em DMF ou DMSO (COLLINS & FERRIER, 1996;
MCDONNELL et al., 2004).
Nas sínteses de 10 e 11 foram realizadas a substituição nucleofílica de 8 e 9 com
azida de sódio em DMF, a 60 °C, fornecendo 10 e 11 com 99 % e 76 % de rendimento,
respectivamente, após purificação por CCS.
Nos espectros no infravermelho de 10 e 11 observou-se uma banda intensa em 2099
e 2109 cm -1 , respectivamente, característica de estiramento de grupo azido e na região de
1180 cm -1 do espectro de infravermelho não foi observada a banda de estiramento de
S(=O)2, como esperado.
Nos espectros de RMN de 1 H de 10 e 11 (Figuras 4.5 e 4.6, p. 49) verificaram-se
dois sinais relativos aos hidrogênios aromáticos, um atribuído a H-9 a δ 7,08 e 7,91 ppm e
outro atribuído a H-8 a δ 6,84 e 7,08 ppm, respectivamente. Os hidrogênios metílicos e
aromáticos do grupo tosila não foram observados, evidenciando a substituição do grupo
tosila pelo azido. No espectro de 8 os sinais de hidrogênios metílicos H-6b e H-6a são
observados a δ 4,28 e 4,09 ppm e no espectro de 9 a δ 4,29 e 4,13 ppm, respectivamente e
deslocando-se no espectro de 10 para δ 3,51 ppm referente aos H-6 e no espectro de 11
para δ 3,52 e 3,51-3,40 ppm referentes a H-6b e H-6a, respectivamente.
Nos espectros de RMN de 13 C de 10 e 11 (Figuras 4.7 e 4.8, p. 50) observaram-se
dois sinais de carbonos aromáticos padrão p-substituído atribuídos respectivamente aos
carbonos C-9 e C-8 a δ 129,8 e 116,5 ppm no espectro de 10 e a δ 131,0 e 116,0 ppm no
espectro de 11. O sinal de carbono metílico do grupo tosila não foi observado, indicando a
remoção daquele grupo. Observa-se um sinal no espectro de 10 a δ 51,3 e no espectro de
11 a δ 51,1 ppm, atribuído aos respectivos C-6.

NH
H-9
H-8
6a
H
6b
N3
4 H 5
HO 2
HO
O
1 O 7
3 NHAc
OH
Deslocamento Químico (ppm)
Figura 4.5 - Espectro de RMN de 1 H (400 MHz; DMSO-d6; δ) de 10.
H-9
NH
H-8
6a
H
N 6b 3
4 H 5 O
HO 2
HO
1 O 7
3 NHAc
11
OH
10
H-1
Deslocamento Químico (ppm)
H-3, 5,
6a, 6b
Figura 4.6 - Espectro de RMN de 1 H (400 MHz; DMSO-d6; δ) de 11.
8
OH
10
9
OH
8
H-1
COOCH3
10
9
CH3
OCH3
H-2
H-6b
H-4
Resultados e discussão 49
H-4
H-2 H-5 H-3, 6a
DMSO-d6
CH3
DMSO-d6
CH3
δ
δ

CO
C-7
C-10
C-9
6a
H
6b
N3
4 H 5
HO 2
HO
O
1 O 7
3 NHAc
C-8
Deslocamento Químico (ppm)
Figura 4.7 - Espectro de RMN de 13 C (100 MHz; DMSO-d6; δ) de 10.
NHCOCH3
C6H4COOCH3
C-7
C-9
C-10
C-8
Deslocamento Químico (ppm)
Figura 4.8 - Espectro de RMN de 13 C (100 MHz; DMSO-d6; δ) de 11.
10
C-1
C-1
8
10
9
CH3
6a
H
N 6b 3
4 H 5 O
HO 2
HO
1 O 7
3 NHAc
11
C-3
C-2
C-5 C-4 C-6
8
C-3
10
9
COOCH3
C-4
C-2
C-5 C-6
Resultados e discussão 50
OCH3
CH3
δ
CH3
δ

Resultados e discussão 51
4.2.2 Síntese de 2-acetamido-6-amino-2,6-didesoxi-ββββ-D-glicopiranosídeo de
4-metilfenila (12) e 2-acetamido-6-amino-2,6-didesoxi-ββββ-D-glicopiranosídeo
de 4-metoxicarbonilfenila (13)
HO HO
N3
O
NHAc
O
10 R = CH3
11 R = COOCH3
R
HO HO
NH2
O
NHAc
O
12 R = CH3
13 R = COOCH3
O método de redução utilizado para a conversão do grupo azido em grupo amino
foi a hidrogenação catalítica.
O catalisador de escolha, paládio/carvão, é excepcionalmente ativo e promove a
redução de muitos grupos funcionais sob condições suaves. Nestas condições as nitrilas,
oximas, azidas e nitrocompostos são facilmente convertidos a aminas primárias
(CARRUTHERS, 1986). O catalisador paládio metálico/carvão se enquadra como
catalisador heterogêneo, devido a sua insolubilidade no meio de reação (MARCH, 1992).
A preparação de 12 e 13 foi efetuada a partir de 10 e 11 utilizando paládio/carvão
10 % em metanol anidro, sob atmosfera de hidrogênio, com 94 % e 98 % de rendimento,
respectivamente (MILKEREIT et al., 2004).
Nos espectros no infravermelho de 12 e 13 a banda de estiramento do grupo azido
em 2100 cm -1 está ausente, confirmando a redução deste.
Nos espectros de RMN de 1 H de 12 e 13 (Figuras 4.9 e 4.10, p. 52) observaram-se
que os sinais relativos à ressonância dos hidrogênios H-6b a δ 2,89 e 2,99 ppm e H-6a a
δ 2,62 e 2,71 ppm, dos derivados 12 e 13, respectivamente, apresentam deslocamento
diamagnético, quando comparados aos sinais de H-6b e H-6a dos derivados azido a δ 3,51-
3,41 ppm (m; H-3, H-5, H-6a e H-6b) no espectro de 10 e para o derivado 11 a δ 3,52 ppm
(ddl; H-6b) e 3,51-3,40 ppm (m; H-3 e H-6a). As atribuições foram realizadas com auxílio
de mapa de contornos COSY.
Nos espectros de RMN de 13 C de 12 e 13 (Figuras 4.11 e 4.12, p. 53) observou-se
um sinal de ressonância de carbono a δ 43,1 e 42,1 ppm, respectivamente, atribuído ao C-6
ligado ao grupo amino, devido ao deslocamento diamagnético, se comparado ao C-6 nos
espectros de 10 e 11, respectivamente a δ 51,3 e 51,1 ppm. Os sinais foram atribuídos com
auxílio do subespectro de DEPT-135 e, quando necessário, dos mapas de contornos
HMBC.
R

8.35
8.31
NH
1.00
7.62
7.58
7.37
7.33
5.45
5.41
Resultados e discussão 52
4.23
4.18
4.14
4.09
3.96
3.92
3.87
3.68
3.64
3.59
3.45
3.39
3.19
3.12
3.02
2.74
DMSO-d6
2.25 2.36
1.16
1.59 1.91 4.30 1.71 1.39 3.54 3.37
8.0 7.5 7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5
Chemical Shift (ppm)
Figura 4.9 - Espectro de RMN de 1 H e expansão (200 MHz; DMSO-d6; δ) de 12.
7.91
7.87
H-9, NH
H-9
7.08
7.04
6a
H
NH2
6b
4 H
5 O
HO 2
HO
1 O 7
3 NHAc
6a
H
NH2
6b
4 H
5 O
HO 2
HO
1 O 7
3 NHAc
H-8
H-8
13
12
8
5.13
5.09
10
9
8
10
9
COOCH3
H-1
CH3
DMSO-d6
3.80
3.74
3.69
3.48
3.44
3.39
3.20
3.15
3.11
3.01
2.95
2.74
2.70
2.67
2.50
2.49
2.48
3.60 2.46 1.07 6.52 5.07 2.48 1.44 1.11
3.47
H-1
4.52
2OH, NH2
OCH3
H-2 H-3
H-3, 5
2.49
2.33
8.0 7.5 7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5 1.0
Chemical Shift (ppm)
Figura 4.10 - Espectro de RMN de 1 H e expansão (200 MHz; DMSO-d6; δ) de 13.
H-2
H-4, 5, 2OH
H-4
H-6b CH3
H-6a
H-6b
H-6a
1.79
1.75
CH3
δ
δ

169.23
CO
155.35
130.87
129.79
116.32
99.44
77.16
73.91
72.01
Resultados e discussão 53
DMSO-d6
40.33
39.91
39.50
39.08
170 160 150 140 130 120 110 100 90 80 70 60 50 40 30 20
Chemical Shift (ppm)
Figura 4.11 - Espectro de RMN de 13 C (50 MHz; DMSO-d6; δ) de 12.
169.40
165.80
160.97
C-7
C-10
131.23
C-9
123.21
6a
H
NH2
6b
4 H
5 O
HO 2
HO
1 O 7
3 NHAc
C-8
C6H4COOCH3
C-10
NHCOCH3 C-7 C-9 C-8
116.05
98.44
76.24
73.66
71.78
170 160 150 140 130 120 110 100 90 80 70 60 50 40 30 20
Chemical Shift (ppm)
Figura 4.12 - Espectro de RMN de 13 C (100 MHz; DMSO-d6; δ) de 13.
12
6a
H
NH2
6b
4 H
5 O
HO 2
HO
1 O 7
3 NHAc
8
10
C-3
55.57
C-1 C-2
13
C-1
C-5
8
10
9
C-5
9
CH3
C-3
C-4
COOCH3
C-4
C-6
DMSO-d6
55.31
51.95
42.09
40.35
39.93
39.50
39.09
38.67
C-2
C-6
23.07
20.12
CH3
23.08
CH3O CH3
δ
δ

Resultados e discussão 54
4.2.3 Síntese de 2,6-diacetamido-2,6-didesoxi-ββββ-D-glicopiranosídeo de 4-
metilfenila (14) e 2,6-diacetamido-2,6-didesoxi-ββββ-D-glicopiranosídeo de 4-
metoxicarbonilfenila (15)
HO HO
NH2
O
NHAc
O
12 R = CH3
13 R = COOCH3
R
HO HO
NHAc
O
NHAc
O
14 R = CH3
15 R = COOCH3
A última modificação em C-6 trata-se da acetilação das aminas 12 e 13. Os
derivados diacetamido 14 e 15 foram obtidos pelo tratamento de 12 e 13 com o anidrido
acético em metanol, obtendo-se 14 e 15 com 100 % e 96 % de rendimento,
respectivamente (ONODERA & KITAOKA, 1960).
Nos espectros no infravermelho de 14 e 15 observou-se um alargamento das bandas
relativas ao estiramento de C=O de amida-banda I em 1653 e 1652 cm -1 e deformação
angular de N-H de amida-banda II em 1547 e 1544 cm -1 , respectivamente.
Nos espectros de RMN de 1 H de 14 e 15 (Figuras 4.13 e 4.14, p. 55) observou-se,
entre outros, o tripleto aparente no espectro de 14 atribuído ao hidrogênio NH do grupo
acetamido de C-6. No espectro de 15 o mesmo sinal observou-se como um dupleto de
integral para dois hidrogênios, sobreposto ao sinal de NH de C-2. Os simpletos a δ 1,83 e
1,79 ppm e a δ 1,82 e 1,79 ppm foram atribuídos aos hidrogênios metílicos dos dois grupos
acetamido de 14 e 15, respectivamente, com integral para três hidrogênios cada. Os sinais
foram atribuídos com auxílio de mapa de correlação COSY.
Nos espectros de RMN de 13 C de 14 e 15 (Figuras 4.15 e 4.16, p. 56) observaram-se
dois sinais de C=O, atribuídos aos dois grupos acetamido a δ 169,7 e 169,2 ppm no
espectro de 14 e a δ 169,8 e 169,3 ppm no espectro de 15, além de dois sinais de
ressonância de carbonos metílicos dos grupos acetamido a δ 23,0 e 22,5 ppm e a δ 23,0 e
22,4 ppm, nos espectros de 14 e 15, respectivamente.
R

8.02
7.99
7.96
7.93
7.89
7.08
7.04
6.83
6.79
4.84
4.79
1.94 2.05 2.08
1.20 1.00
1.26
5.69
Resultados e discussão 55
DMSO-d6
3.67
3.63
3.50
3.44
3.40
3.35
3.31
3.19
3.16
3.12
3.08
3.03
2.99
2.49
4.14 2.29
3.10
1.82
1.79
1.63
8.0 7.5 7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5
Chemical Shift (ppm)
Figura 4.13 - Espectro de RMN de 1 H e expansão (200 MHz; DMSO-d6; δ) de 14.
7.99
7.94
7.90
7.86
2NH
H-9
NH NH
H-9
7.05
7.00
H-8
6a
H
6b
4 H
HO
HO
NHAc
5 O
2
1 O 7
3 NHAc
H-8
14
OH
5.75
6a
H
6b
4 H
HO
HO
NHAc
5 O
2
1 O 7
3 NHAc
15
OH
5.05
5.01
4.05 2.02 1.11 1.00
4.43 4.13 2.39
8
8.0 7.5 7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5
Chemical Shift (ppm)
2.22
DMSO-d6
3.80
3.73
3.69
3.64
3.48
3.44
3.39
3.19
3.16
3.13
3.10
3.06
3.02
2.49
Figura 4.14 - Espectro de RMN de 1 H (200 MHz; DMSO-d6; δ) de 15.
10
9
8
10
H-1
9
H-1
COOCH3
CH3
H-2
OCH3
H-3, 5,
6b, OH
H-3, 5,
6, OH
H-2
H-6a
H-6, 4
H-4
CH3
CH3
6.14
1.81
1.78
1.62
6.00
δ
δ

169.77
169.22
CO
155.45
130.84
129.70
116.30
99.60
74.37
73.53
72.10
Resultados e discussão 56
DMSO-d6
40.33
39.92
39.50
39.08
38.67
23.05
20.14
170 160 150 140 130 120 110 100 90 80 70 60 50 40 30 20
Chemical Shift (ppm)
Figura 4.15 - Espectro de RMN de 13 C (50 MHz; DMSO-d6; δ) de 14.
169.84
169.35
165.78
160.99
CO
COOCH3
C-7
C-7
131.07
6a
H
6b
4 H
HO
HO
NHAc
5 O
2
1 O 7
3 NHAc
C-9
C-10
123.15
116.03
14
C-8
6a
H
6b
4 H
HO
HO
NHAc
5 O
2
1 O 7
3 NHAc
15
C-9
C-10
C-8
8
98.46
74.66
73.48
72.00
168 160 152 144 136 128 120 112 104 96 88 80 72 64 56 48 40 32 24
Chemical Shift (ppm)
C-5
ou
C-3
55.44
C-1
C-3
ou
C-2
C-5
C-4
55.41
51.96
Figura 4.16 - Espectro de RMN de 13 C (50 MHz; DMSO-d6; δ) de 15.
10
9
8
COOCH3
C-1
10
9
CH3
C-3
ou
C-5
C-5
ou
C-3
C-4
C-6
C-2
OCH3
DMSO-d6
CH3
40.74
40.33
39.92
39.50
39.08
38.66
38.25
23.05
22.47
C-6
CH3
δ
δ

4.3 Modificações em C-3, C-4 e C-6
HO HO
OH
O
NHAc O
6 = β
18 = α
CH3
O
O
HO
19 = β
20 = α
O
HNAc O
Resultados e discussão 57
4.3.1 Síntese de 2-acetamido-4,6-O-benzilideno-2-desoxi-ββββ-D-glicopiranosídeo
de 4-metilfenila (19) e 2-acetamido-4,6-O-benzilideno-2-desoxi-αααα-D-
glicopiranosídeo de 4-metilfenila (20)
Para a síntese dos 4,6-derivados diazido, fez-se necessária a obtenção dos
intermediários em que os substituintes nas posições C-4 e C-6 foram modificados por bons
grupos abandonadores.
Dessa forma, foram inicialmente protegidos os grupos hidroxila presentes nas
referidas posições C-4 e C-6 de 6 e 18, na forma dos respectivos acetais benzilidênicos 19
e 20. A formação do acetal benzilidênico é uma estratégia de proteção para dióis de
compostos poli-hidroxilados, muito utilizada principalmente em reações de glicosídeos
onde pares de grupos hidroxila são seletivamente protegidos (COLLINS & FERRIER,
1996; STICK, 2001). Quando se quer trabalhar com hidroxilas estratégicas de um
composto poli-hidroxilado, faz-se necessário a proteção destas hidroxilas com grupos
protetores diferentes daqueles utilizados para as outras hidroxilas presentes na molécula.
Esta consideração é devido à desproteção consecutiva, geralmente com ácido diluído, no
caso dos acetais, que deverá ocorrer nas hidroxilas desejadas e não alterar as demais.
Para este tipo de proteção de hidroxilas são empregados frequentemente
acetaldeído, benzaldeído e acetona, originando derivados do tipo etilideno, benzilideno e
isopropilideno, respectivamente. Outros compostos carbonílicos também podem ser
utilizados. Normalmente, o carboidrato é tratado com um grande excesso de aldeído ou
cetona, na presença de quantidade catalítica de ácido, como ácido sulfúrico concentrado ou
ácido de Lewis (cloreto de zinco). Em alguns casos é necessária a adição de agente
dessecante, como o sulfato de cobre anidro, uma vez que água é formada durante a
condensação (COLLINS & FERRIER, 1996; CAREY & SUNDBERG, 1993).
Neste trabalho foi utilizada a metodologia que consiste no tratamento dos
glicosídeos desprotegidos 6 e 18 com benzaldeído, tendo como ácido de Lewis o cloreto de
CH3

Resultados e discussão 58
zinco (ROTH & PIGMAN, 1960), fornecendo 19 e 20 com 89 % e 81 % de rendimento,
respectivamente.
Nos espectros no infravermelho de 19 e 20 observou-se uma banda larga referente
ao estiramento do grupo hidroxila, menos intensa do que aquela observada para 6 e 18 e
bandas referentes à deformação angular fora do plano de CH de anel aromático
monosubstituído (Tabela 4.4).
Tabela 4.4 - Dados dos espectros no infravermelho relacionados às modificações de 19 e
20
Atribuição
⎺ν/cm- 1
19 20
OH estiramento 3406 3408
CH def. angular fora do plano de arom. mono. 751 e 696 749 e 696
Nos espectros de RMN de 1 H de 19 e 20 (Figuras 4.17 e 4.18, p. 60) observaram-se
sinais relativos aos hidrogênios aromáticos e ao H-11 do grupo benzilidênico. Verificou-se
em ambos os espectros apenas um sinal de hidrogênio de hidroxila, além de outros sinais
de hidrogênio característicos do anel piranosídico de cada anômero, cujas análises estão
apresentadas na Tabela 4.5 (p. 59). Para a atribuição de alguns sinais de RMN de 1 H de 19
foi necessária a análise dos mapas de correlação COSY e HMQC. No espectro de 19 o
multipleto presente entre δ 3,83-3,75 ppm foi atribuído aos hidrogênios H-2, H-3 e H-6a e
o multipleto compreendido entre δ 3,61-3,54 ppm foi atribuído aos hidrogênios H-4 e H-5.
As atribuições foram realizadas a partir da correlação observada no mapa de contornos
COSY para o espectro de 19 entre os hidrogênios H-1 e H-2 e entre OH e H-3. A
atribuição do sinal de H-6a foi realizada através da interpretação das correlações do mapa
de contornos HMQC entre o carbono C-6 e os dois hidrogênios H-6a e H-6b, respectivos.
Foi observado a desproteção do hidrogênio H-6a a δ 4,22 ppm no espectro de 19 em
relação ao sinal correspondente a δ 3,73-3,11 ppm (m; H-2; H-3; H-4; H-5; H-6a; H-6b e
OH) do espectro de 6.

Resultados e discussão 59
Tabela 4.5 - Dados dos espectros de RMN de 1 H relacionados às modificações de 19 e 20 e
outros sinais
δδδδ (ppm) Multiplicidade J/Hz Atribuição
19 20 19 20 19 20 19 e 20
7,95 8,19 d dl* JNH,2 8,0 JNH,2 7,0 NH
7,53-7,36 7,45-7,38 m m - - C6H5
7,09 7,11 d dl* J9,8 8,4 J9,8 7,9* H-9
6,88 6,95 d dl* J8,9 8,4 J8,9 7,9 H-8
5,62 5,64 s s - - H-11
2,23 2,24 s s - - C6H4CH3
1,82 1,88 s s - - NHCOCH3
* a constante de acoplamento de sinais largo foi definida pelo sinal mais resolvido.
No espectro de RMN de 13 C de 19 e 20 (Figuras 4.19 e 4.20, p. 61) foram
observados sinais referentes aos carbonos do grupo benzilidênico relativos aos carbonos
C-11, C-13, C-14 e C-15, sendo as atribuições realizadas com auxílio do mapa de
contornos HMQC (Tabela 4.6). Os sinais de 13 C de 19 a δ 81,0; 67,7; 70,2; 66,0 e 56,2
ppm, relativos respectivamente aos carbonos C-4, C-6, C-3, C-5 e C-2 do anel
piranosídico, foram também atribuídos com auxílio do mapa de contornos HMQC. Os
sinais de C-4 e C-6 de 19 foram observados com maior deslocamento paramagnético,
quando comparados com os sinais de C-4 (70,4 ppm) e C-6 (60,8 ppm) no espectro de 6.
A mesma observação para C-4 e C-6 foi feita no espectro de RMN de 13 C de 20 em
relação aos carbonos C-4 a δ 81,8 ppm e C-6 a δ 67,9 ppm e os sinais de C-4 a δ 71,7 ppm
e C-6 a δ 62,0 ppm do espectro de 18. O subespectro de DEPT-135 foi utilizado na
confirmação das atribuições do sinal de C-6 para ambos os espectros.
Tabela 4.6 - Dados dos espectros de RMN de 13 C relacionados às modificações de 19 e 20
δδδδ (ppm)
19 20
Atribuição
137,7 137,6 C-12
128,9 128,9 C-15
128,0 128,0 C-13
126,3 126,4 C-14
100,7 100,9 C-11

Deslocamento Químico (ppm)
Figura 4.17 - Espectro de RMN de 1 H (200 MHz; DMSO-d6; δ) de 19.
8.20
8.16
NH
0.83
NH
7.45
7.38
7.13
7.09
6.97
6.93
C6H5
C6H5
H-9
H-9
14
15
13
12
11
O 4
O
HO
6a
H
6b
H
5 O
2
1 O 7
3
HNAc
H-8
5.64
H-11
H-11
5.40
5.37
H-1,
OH
OH H-1
H-2,
3, 6
H-6
4.06
3.96
3.91
3.77
3.65
3.60
3.43
5.09 4.04 1.00 1.81
13.35
2.81 2.90
Resultados e discussão 60
DMSO-d6
8.0 7.5 7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5 1.0
Chemical Shift (ppm)
H-4,
5
Figura 4.18 - Espectro de RMN de 1 H (200 MHz; DMSO-d6; δ) de 20.
19
14
15
13
12
11
O 4
O
HO
6a
H
6b
H
5 O
2
1 8 9
3
HNAc
O
7
CH3
10
H-8
20
8
10
9
H-2, 3, 4,
5, 6a, 6b
CH3
2.49
DMSO-d6
2.23
CH3
1.87
CH3
1.05
1.02
δ
δ

CO
Deslocamento Químico (ppm)
Figura 4.19 - Espectro de RMN de 13 C (50 MHz; DMSO-d6; δ) de 19.
169.88
CO
C-7
154.50
C-7
C-12
C-15
C-13
C-9
C-8
C-10
131.59
129.99
128.94
128.07
126.45
C-9
C-12
C-10
C-14
C-15
C-13
14
15
13
12
11
O 4
O
HO
6a
H
6b
H
5 O
2
1 O 7
3
HNAc
117.28
C-14
C-11
101.03
97.15
67.85
67.28
63.53
Resultados e discussão 61
DMSO-d6
39.92
39.50
39.09
170 160 150 140 130 120 110 100 90 80 70 60 50 40 30 20
Chemical Shift (ppm)
Figura 4.20 - Espectro de RMN de 13 C (50 MHz; DMSO-d6; δ) de 20.
C-1
C-11
C-1
19
C-4
81.81
C-4
8
10
C-5
C-6
C-3
C-6
C-3
9
CH3
C-5
C-2
14
15
13
12
11
O 4
O
HO
6a
H
6b
H
5 O
2
1 8 9
C-8
3
HNAc
O
7
CH3
10
20
54.23
C-2
DMSO-d6
CH3
22.57
20.23
CH3
δ
δ

Resultados e discussão 62
4.3.2 Síntese de 2-acetamido-4,6-O-benzilideno-3-O-benzoil-2-desoxi-ββββ-D-
glicopiranosídeo de 4-metilfenila (21) e 2-acetamido-4,6-O-benzilideno-3-O-
benzoil-2-desoxi-αααα-D-glicopiranosídeo de 4-metilfenila (22)
O
O
HO
19 = β
20 = α
O
HNAc
O
CH3
O
O
C
O
O
O
HNAc
21 = β
22 = α
A proteção da hidroxila de C-3 de 19 e 20 foi realizada por meio de benzoilação.
Esta proteção permite o acesso às hidroxilas de C-4 e C-6, após a remoção do grupo acetal
benzilidênico.
Os derivados 21 e 22 foram obtidos pelo tratamento de 19 e 20 com cloreto de
benzoíla em piridina (PRADO, 1991), obtendo rendimentos de 100 % e 99 %,
respectivamente.
Nos espectros no infravermelho de 21 e 22 observou-se uma banda relativa ao
estiramento de C=O de éster do grupo benzoíla e outra banda relativa ao estiramento de
(C-C(=O)-O) de éster aromático. A banda larga, referente ao estiramento de grupo
hidroxila, não foi observada em nenhum dos espectros (Tabela 4.7).
Tabela 4.7 - Dados dos espectros no infravermelho de 21 e 22
Atribuição
⎺ν/cm- 1
O
21 22
C=O estiramento de éster 1726 1727
C=O estiramento de amida banda-I 1668 1664
C-C(=O)-O estiramento assim. de éster aromático 1270 1266
Nos espectros de RMN de 1 H de 21 e 22 (Figuras 4.21 e 4.22, p. 64) observaram-se
sinais relativos aos hidrogênios do grupo benzoíla H-17, H-18 e H-19. Outros hidrogênios
caracterizados como sendo H-2, H-3, H-4, H-5, H-6a e H-6b foram atribuídos com auxílio
do mapa de contornos COSY. O hidrogênio H-3 encontra-se desblindado em 21 e 22, em
decorrência da presença do grupo benzoíla em C-3. Os sinais atribuídos que foram
destacados estão apresentados na Tabela 4.8 (p. 63).
CH3

Resultados e discussão 63
Tabela 4.8 - Dados dos espectros de RMN de 1 H relacionados às modificações de 21 e 22
21
(DMSO-d6)
δδδδ (ppm) Multiplicidade J/Hz Atribuição
22
(CDCl3)
21 22 21 22 21 22
7,94 8,04 dl dl J17,18* 7,5 J17,18* 7,0 H-17 H-17
7,65 7,55 tl tl J19,18* 7,5 J19,18* 7,0 H-19 H-19
7,52 7,46-7,24 tl m J18,17=
J18,19* 7,5
- H-18 H-18, C6H5
5,50 5,81 t t J3,2=J3,4 9,7 J3,2=J3,4* 9,3 H-3 H-3
4,32-4,18 4,69 m dtl -
J2,1* 3,5;
J2,NH=J2,3* 9,3
H-2, H-6 H-2
4,02 3,97 tl t J4,3=J4,5* 9,7 J4,3=J4,5 9,3 H-4 H-4
3,88-3,81 4,24 m dd -
- 4,11 - dd -
J6b,6a 9,6;
J6b,5 4,6
J5,4 9,3;
J5,6b 4,6
H-5, H-6 H-6b
- H-5
- 3,78 - t - J6a,5=J6a,6b 9,3 - H-6a
* a constante de acoplamento de sinais largo foi definida pelo sinal mais resolvido.
Nos espectros de RMN de 13 C de 21 e 22 (Figuras 4.23 e 4.24, p. 65) observaram-se
sinais referentes ao carbono carbonílico e aos carbonos aromáticos C-16, C-17, C-18 e
C-19 do grupo benzoíla, que foram atribuídos com auxílio do mapa de contornos HMQC.
A desblindagem observada para C-3 é decorrente da presença do grupo benzoíla. Os sinais
de RMN de 13 C para os carbonos C-2, C-3 e C-4 também foram atribuídos com auxílio do
mapa de contornos HMQC (Tabela 4.9).
Tabela 4.9 - Dados dos espectros de RMN de 13 C relacionados às modificações de 21 e 22
21
(DMSO-d6)
δδδδ (ppm)
22
(CDCl3)
Atribuição
165,3 167,2 COC6H5
133,5 133,5 C-19
129,3 130,0 C-17
129,3 129,5 C-16
128,7 128,6 C-18
78,1 79,4 C-4
72,5 70,7 C-3
53,7 52,8 C-2

H-17
H-17
H-18
NH H-19
6a
H
14
15
13 11
12
O 4
O
17 O
6b
H
5 O
2
1 O 7
C6H5
18
19
16
C
O
3
HNAc
21
H-9
H-8
H-11
Deslocamento Químico (ppm)
Figura 4.21 - Espectro de RMN de 1 H (200 MHz; DMSO-d6; δ) de 21.
Figura 4.22 - Espectro de RMN de 1 H e expansão (200 MHz; CDCl3; δ) de 22.
H-3
H-1
6a
H
14
15
13 11
12
O 4
O
17 O
18 16
C
19
O
3
6b
H
5 O
2
1
HNAc
O
22
7
8 9
CH3
10
8.06
8.03
8.02
7.42
7.40
7.39
7.30
7.29
7.27
7.09
6.99
6.94
6.21
6.16
5.86
5.81
5.76
5.61
5.59
5.56
4.71
4.69
4.28
4.26
4.23
4.21
4.15
4.10
4.02
3.97
3.93
3.85
3.81
H-18
H-19
C6H5
H-9
H-8
NH
H-3
H-1 H-4
H-11
8
10
9
CH 3
H-4
H-5,
H-2, 6 6
1.95 8.37 4.29 1.00 2.04 1.00 2.09 2.13
3.03 3.04
H-2
H-6b
H-5 H-6a
Resultados e discussão 64
DMSO-d6
8.0 7.5 7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5 1.0 0.5 0
Chemical Shift (ppm)
2.30
2.15
1.85
CH3
1.26
CH3
TMS
0.00
δ
δ

NHCOCH3
COC6H5
C-7
Deslocamento Químico (ppm)
Figura 4.23 - Espectro de RMN de 13 C (50 MHz; DMSO-d6; δ) de 21.
170.21
167.00
C-12
NHCOCH3
C-19
153.77
COC6H5
C-7
C-9
C-12
C-17 C-16 C-15 C-18
C-10
C-19
19
136.80
132.42
130.10
129.84
129.34
128.96
128.38
128.09
126.07
116.38
C-17
C-16
C-18
C-10
C-9
C-15
6a
H
14
15
13 11
12
O 4
O
17 O
6b
H
5 O
2
1 O
18 16
C
3
HNAc
C-13
C-8
C-14
C-14
C-13
C-8
C-11
101.51
96.59
Chloroform-d
79.16
77.63
77.00
76.36
70.47
68.68
63.63
Resultados e discussão 65
170 160 150 140 130 120 110 100 90 80 70 60 50 40 30 20
Chemical Shift (ppm)
Figura 4.24 - Espectro de RMN de 13 C e expansão (50 MHz; CDCl3; δ) de 22.
O
21
7
C-3
8
10
9
CH3
52.63
DMSO-d6
C-6 CH3
C-1 C-4 C-5 C-2
C-11
C-1
C-4
23.02
20.52
6a
H
14
15
13 11
12
O 4
O
17 O
18 16
C
19
O
3
6b
H
5 O
2
1
HNAc
O
22
7
8 9
CH3
10
C-3
C-5
C-6
C-2
δ
δ

Resultados e discussão 66
4.3.3 Síntese de 2-acetamido-3-O-benzoil-2-desoxi-ββββ-D-glicopiranosídeo de
4-metilfenila (23) e 2-acetamido-3-O-benzoil-2-desoxi-αααα-D-glicopiranosídeo
de 4-metilfenila (24)
O
O
C
O
O
O
HNAc
21 = β
22 = α
O
CH 3
HO
O
C
O
OH
O
HNAc
23 = β
24 = α
A hidrólise do acetal benzilidênico e, consequentemente, regeneração das
hidroxilas nas posições C-4 e C-6, pode ser realizada hidrólise ácida, hidrogenólise ou
redução sob condições de Birch (STICK, 2001).
A desproteção de 21 e 22 foi realizada por hidrogenação catalítica Pd-C (HILL et
al., 1968), fornecendo os derivados desprotegidos 23 e 24, ambos na forma de sólido
cristalino e com rendimento quantitativo.
Nos espectros no infravermelho de 23 e 24 observou-se uma banda de estiramento
de OH em 3393 cm -1 e 3290 cm -1 , respectivamente.
Nos espectros de RMN de 1 H de 23 e 24 (Figuras 4.25 e 4.26, p. 68) observaram-se
sinais relativos aos hidrogênios do grupo hidroxila, que foram atribuídos às posições C-4 e
C-6 do anel piranosídico, com o auxílio do mapa de contornos COSY. Os sinais de
hidrogênio relativos ao grupo acetal benzilidênico estão ausentes. Os hidrogênios H-4,
H-6a e H-6b apresentaram-se blindados em relação aos sinais correspondentes no espectro
de 21 e 22. Os sinais de hidrogênio acima citados estão atribuídos na Tabela 4.10 (p. 67).
O
CH3

Resultados e discussão 67
Tabela 4.10 - Dados dos espectros de RMN de 1 H relacionados às modificações de 23 e 24
e os materiais de partida 21 e 22
δδδδ (ppm) Multiplicidade J/Hz
23 24 23 24 23 24
Atribuição
5,50 8,04 sl d - JOH,4 6,0 OH
4,75 7,55 sl tl - JOH,6* 5,5 OH
3,78-3,38 3,72-3,61 m m - - H-4, H-5, H-6a, H-6b
21 22 21 22 21 22 21 22
4,32-4,18 4,24 m dd
4,02 4,11 tl dd J4,3=J4,5* 9,76
- J6b,6a 9,6;
J6e,5 4,6
J5,4 9,3*;
J5,6b* 4,6
H-2, H-6 H-6b
H-4 H-5
3,88-3,81 3,97 m t - J4,3=J4,5 9,3 H-5, H-6 H-4
- 3,78 - t - J6a,6b=J6a,5 9,6 - H-6a
* a constante de acoplamento de sinais largo foi definida pelo sinal mais resolvido.
Nos espectros de RMN de 13 C de 23 e 24 (Figuras 4.27 e 4.28, p. 69) os sinais dos
carbonos do grupo benzilideno não foram observados. Os sinais de carbono referentes a
C-4 e C-6 apresentaram-se com deslocamento diamagnético devido à remoção do grupo
acetal benzilidênico. Estes sinais foram caracterizados com auxílio do mapa de contornos
HMQC. Os sinais acima citados estão atribuídos na Tabela 4.11.
Tabela 4.11 - Dados dos espectros de RMN de 13 C relacionados às modificações de 23 e 24
e os materiais de partida 21 e 22
∗ permutáveis
δδδδ (ppm)
21 22 23 24
Atribuição
65,8 63,8 76,8 74,2 ∗ C-5
72,5 70,7 76,6 73,6 ∗ C-3
78,1 79,4 67,8 67,9 C-4
67,6 68,9 60,3 60,1 C-6

8.06
8.01
7.97
7.93
7.68
7.64
7.61
7.55
7.51
7.48
7.12
7.08
6.93
6.89
H-12
NH
5.49
5.27
5.22
5.19
5.17
5.15
4.74
4.12
4.07
4.02
3.98
3.77
3.72
3.61
3.52
Resultados e discussão 68
DMSO-d6
3.15 3.46 4.04
0.85 1.95 0.73 1.00 5.35
2.85 2.84
8.0 7.5 7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5
Chemical Shift (ppm)
Figura 4.25 - Espectro de RMN de 1 H (200 MHz; DMSO-d6; δ) de 23.
8.12
8.08
7.97
7.94
7.68
7.65
7.61
7.56
7.52
7.48
7.15
7.11
7.10
7.05
NH
H-12
H-14
H-14
H-13
H-13
H-9
H-8
H-9,
H-8
13
14
12
6a
H
6b OH
4 H
5 O
HO
2
O
1 O
11
C
3
HNAc
OH
5.51
5.48
5.41
5.36
5.35
14
13
H-3
H-3 H-1
4.71
4.68
4.65
4.41
4.39
4.35
4.35
4.31
4.29
3.71
3.70
3.66
3.62
3.60
3.36
2.06 3.25 4.31 3.17 1.00 1.02 4.21
3.11 3.09
8.0 7.5 7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5
Chemical Shift (ppm)
Figura 4.26 - Espectro de RMN de 1 H (200 MHz; DMSO-d6; δ) de 24.
OH
O
H-1
23
OH
OH
H-2
7
H-2
8
10
9
CH3
H-4, 5,
6a, 6b
6a
H
6b OH
4 H
5 O
HO
2
12 O
1
11 3
C
HNAc
O
O 24
7
8 9
CH3 10
H-4, 5,
6a, 6b
2.49
2.23
DMSO-d6
2.49
2.25
CH3
CH3
1.64
1.71
1.65
δ
δ

169.13
165.49
NHCOCH3
COC6H5
155.19
133.09
131.11
130.06
129.76
129.31
128.52
116.49
98.79
Resultados e discussão 69
DMSO-d6
40.33
39.92
39.50
39.08
160 150 140 130 120 110 100 90 80 70 60 50 40 30 20
Chemical Shift (ppm)
76.84
76.68
Figura 4.27 - Espectro de RMN de 13 C (50 MHz; DMSO-d6; δ) de 23.
169.82
165.62
NHCOCH3
154.61
C-7
COC6H5
C-7
C-9
C-12
C-11
C-10
C-14
133.14
131.49
130.09
129.81
129.27
128.58
C-9
C-13
C-11
C-12
C-10
C-14
C-13
C-8
117.51
C-8
97.22
170 160 150 140 130 120 110 100 90 80 70 60 50 40 30 20
Chemical Shift (ppm)
67.82
12
6a
H
6b OH
4 H
5 O
HO
2
O
1 O
11
C
3
HNAc
74.19
73.64
67.99
Figura 4.28 - Espectro de RMN de 13 C (50 MHz; DMSO-d6; δ) de 24.
13
14
14
13
C-1
O
23
C-5
C-3 C-4
7
60.30
8
C-6
60.18
10
53.44
9
CH 3
C-2
51.19
6a
H
6b OH
4 H
5 O
HO
2
12 O
1
11 3
C
HNAc
O
O 24
7
8 9
CH3
10
C-1
C-5
ou
C-3 C-3
ou
C-5
C-4
C-6
C-2
DMSO-d6
40.33
39.91
39.50
39.08
38.67
22.65
20.12
CH3
22.28
20.20
CH3
δ
δ

Resultados e discussão 70
4.3.4 Síntese de 2-acetamido-3-O-benzoil-2-desoxi-4,6-di-O-
metanossulfonil-ββββ-D-glicopiranosídeo de 4-metilfenila (25) e 2-acetamido-
3-O-benzoil-2-desoxi-4,6-di-O-metanossulfonil-αααα-D-glicopiranosídeo de 4-
metilfenila (26)
HO
O
C
O
OH
O
HNAc
23 = β
24 = α
O
CH3
MsO
O
C
O
OMs
O
HNAc
25 = β
26 = α
O tratamento de 23 e 24 com cloreto de metanossulfonila em piridina (ALI &
RICHARDSON, 1968), conduziu aos derivados 25 e 26, com 78 % e 87 % de rendimento,
respectivamente.
Nos espectros no infravermelho de 25 e 26 observaram-se bandas características do
grupo metanossulfonila referentes aos estiramentos assimétrico em 1344 e 1180 cm -1 e
simétrico de S-O2 em 1350 e 1174 cm -1 , respectivamente. A banda de estiramento de OH
está ausente em ambos os espectros.
Nos espectros de RMN de 1 H de 25 e 26 (Figuras 4.29, p. 71 e 4.30, p. 72)
observaram-se dois simpletos relativos aos hidrogênios dos grupos metanossulfonila a
δ 3,15 e 3,13 ppm, para 25 e a δ 3,17 e 3,14 ppm, para 26. Os sinais referentes aos
hidrogênios dos grupos hidroxila estão ausentes em ambos os espectros. Os hidrogênios
H-4, H-5, H-6a e H-6b encontraram-se desblindados em relação aos sinais correspondentes
no espectro de 23 e 24, devido ao efeito indutivo negativo gerado pela deslocalização no
grupo mesila, que aumenta a eletronegatividade do carbono, desprotegendo as posições
C-4 e C-6 (Tabela 4.12).
Tabela 4.12 - Dados dos espectros de RMN de 1 H relacionados às modificações de 25 e 26
e aos materiais de partida 23 e 24
δδδδ (ppm) Multiplicidade J/Hz
25 26 25 26 25 26
O
CH3
Atribuição
4,93 5,04 t t J4,3=J4,5* 9,7 J4,3=J4,5 9,4 H-4
4,54-4,32 4,42-4,29 m m - - H-5, H-6a, H-6b
23 24 23 24 23 24 23 e 24
3,78-3,38 3,72-3,61 m m - - H-4, H-5, H-6a, H-6b
* a constante de acoplamento de sinais largo foi definida pelo sinal mais resolvido.

Resultados e discussão 71
Nos espectros de RMN de 13 C de 25 e 26 (Figuras 4.31, p. 72 e 4.32, p. 73)
observaram-se, dentre outros, sinais relativos aos carbonos dos grupos metanossulfonila.
Os sinais de carbono de C-4 e C-6 apresentaram com deslocamento paramagnético, devido
ao efeito gerado pelo grupo mesila nas posições C-4 e C-6. Os sinais acima citados estão
atribuídos na Tabela 4.13.
Tabela 4.13 - Dados dos espectros de RMN de 13 C relacionados às modificações de 25 e 26
e os materiais de partida 23 e 24
δδδδ (ppm) Atribuição
23 24 25 26 23, 25, 26 24
76,8 74,2 70,5 67,8 C-5 C-5*
76,6 73,6 72,6 70,6 C-3 C-3*
67,8 67,9 74,1 73,9 C-4 C-4
60,3 60,1 67,7 67,5 C-6 C-6
∗ permutáveis
NH
H-12
H-14
H-13
H-9
13
14
H-8
12
6a
H
6b OMs
4 H
5 O
MsO
2
O
1 O
11
C
3
HNAc
O
H-3
H-1 H-4
H-5,
6a, 6b
Deslocamento Químico (ppm)
Figura 4.29 - Espectro de RMN de 1 H (200 MHz; DMSO-d6; δ) de 25.
25
7
8
10
9
CH3
H-2
2SO2CH3
DMSO-d6
CH3
δ

8.30
8.26
7.98
7.94
7.69
7.66
7.62
7.56
7.52
7.48
7.18
7.12
7.08
NH
H-12
H-14
H-13
H-9,
H-8
13
14
12
6a
H
6b OMs
4 H
5 O
MsO
2
O
1 8 9
11
C
O
3
HNAc
O
26
7
CH3 10
5.71
5.66
5.61
5.55
5.54
5.08
5.03
4.98
H-3
H-1
4.63
4.60
4.59
4.55
4.53
4.42
4.33
4.30
4.28
3.35
3.16
3.14
3.09
1.02 2.09 3.57 4.46
2.12 1.00 1.263.27
6.47
3.15 3.25
Resultados e discussão 72
DMSO-d6
8.0 7.5 7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5 1.0
Chemical Shift (ppm)
Figura 4.30 - Espectro de RMN de 1 H e expansão (200 MHz; DMSO-d6; δ) de 26.
NHCOCH3
COC6H5
C-7
C-10
C-14
C-12 C-11
C-9
C-13
C-8
C-5
C-3
C-4
Deslocamento Químico (ppm)
Figura 4.31 - Espectro de RMN de 13 C (50 MHz; DMSO-d6; δ) de 25.
H-4
13
14
C-1
H-5, 6a,
6b
H-2
12
6a
H
6b OMs
4 H
5 O
MsO
2
O
1 O
11
C
3
HNAc
O
25
2.49
2SO2CH3
7
C-6
8
10
9
C-2
2.26
CH3
CH3
1.71
DMSO-d6
1.22
SOCH3
CH3
SOCH3
δ
δ

169.90
165.31
153.98
NHCOCH3
C-7
COC6H5
133.48
132.14
129.91
129.43
129.25
128.63
117.62
99.50
73.98
70.63
67.82
67.52
Resultados e discussão 73
DMSO-d6
40.33
39.91
39.50
39.08
38.66
38.21
170 160 150 140 130 120 110 100 90 80 70 60 50 40 30 20
Chemical Shift (ppm)
Figura 4.32 - Espectro de RMN de 13 C (50 MHz; DMSO-d6; δ) de 26.
4.3.5 Síntese de 2-acetamido-2-desoxi-4,6-di-O-metanossulfonil-ββββ-D-
glicopiranosídeo de 4-metilfenila (27) e 2-acetamido-2-desoxi-4,6-di-O-
metanossulfonil-αααα-D-glicopiranosídeo de 4-metilfenila (28)
MsO
O
C
O
OMs
O
HNAc
25 = β
26 = α
C-9
C-10 C-12
C-14
C-11
C-13
C-8
O
CH3
MsO
HO
OMs
27 = β
28 = α
O
50.74
HNAc O
A primeira tentativa empregada para a remoção do grupo benzoíla de 25 e 26 foi
por reação de transesterificação com metóxido de sódio/metanol (HORNER &
RICHARDSON et al.; 1971). Utilizando-se esse método, o derivado 25 conduziu ao 25a
de configuração gulo, com 100 % de rendimento após elaboração, na qual o grupo acetila
presente em C-2 migra para a posição C-3 (Esquema 4.2, p. 74). O derivado 26, por esta
metodologia, forneceu após separação por CCDS, o produto desejado 28 com 46 % de
rendimento. Além disso, o derivado de configuração gulo 26a (p. 74) foi isolado com
rendimento de cerca de 6 %, contaminado com 28.
13
14
C-1
12
6a
H
6b OMs
4 H
5 O
MsO
2
O
1 8 9
11
C
O
3
HNAc 7
O
26
CH3 10
C-4
C-3
C-5
C-6
C-2
SO2CH3
SO2CH3
CH3
22.18
20.19
CH3
δ

MsO BzO
MsO BzO
OMs
O
HNAc
25
OMs
O CH 3
1) MeONa/MeOH
2) Resina H
HO
OMs
O
AcO H3NCH3SO3
25a
OMs
O CH 3
100 %
O
1) MeONa/MeOH MsO
HO
O
HNAc
O
2) Resina H
CH3
HNAc
46 %
O CH3
26 28
HO
Resultados e discussão 74
OMs
O
26a
6 %
AcO H 3N O CH3
CH3SO3
Esquema 4.2 - Formação de 25a a partir de 25 e formação de 28 e 26a a partir de 26.
Gross e colaboradores (1964) descreveram que um derivado glico protegido
apresentando em C-2 o grupo benziloxicarbonilamino e em C-4 o grupo metanossulfonila
conduzia a um epóxido por tratamento básico e a sua abertura por catálise ácida formaria
uma oxazolina. A hidrólise desta oxazolina geraria a 2-amino-2-desoxi-D-gulose. Dessa
forma, Horner & Richardson (1971) propuseram um estudo sintético e conformacional
partindo de 2-benzamido-3,6-di-O-benzoil-2-desoxi-4-O-metanossulfonil-α-D-
glicopiranosídeo de metila que, por tratamento com metóxido de sódio em metanol, passa
por uma oxazolina via abertura de epóxido-3,4 (HORNER & RICHARDSON et al.; 1971).
A oxazolina seria formada pela participação do grupo benzamido de C-2 na abertura do
derivado 3,4-epóxido. Com base nessas informações, propusemos o mecanismo mostrado a
seguir para a formação de 25a (Esquema 4.3). O mesmo se aplica à formação de 26a.
HO
HO
O
O
MsO O
C
O
OMs
C
H3C
OMs
O
NH
O
NH
H
H
O
O
OMs
C
O
NH
CH3
O CH3
25
O CH 3
C H CH3SO3 O
CH3 H
O CH 3
CH3SO3
do meio reacional
resina
H
e H 2O
residual
HO
O
OH
O
OMs
C
MsO C O O
O
O
O
N
CH 3
OMs
OMs N
O C H
CH3
O CH3
oxazolina
O
NH 2
C
O
H3C
H
O CH3
CH3SO3
CH 3
CH3O Na
CH 3OH;
OH
Esquema 4.3 - Proposta mecanística para a formação de 25a.
CH3O
Na
MsO
O
C
O
O O
PhCOOMe;
CH 3SO 3
H
HO
O
OMs N
O C H
H OMs
O
OMs
O
O
25a
CH3
CH3O Na
O
N
O C H
CH3
AcO H3N CH3SO3
CH3
O CH3
CH 3

Resultados e discussão 75
A proposta mecanística para a formação do sulfonato de amônio 25a por este
método, passa por um intermediário 3,4-epóxido e posterior formação de uma oxazolina
(Esquema 4.3, p. 74). O epóxido é formado por remoção do grupo benzoíla de C-3 e
posterior ataque do oxigênio de C-3 ao carbono C-4, eliminando o grupo abandonador
metanossulfonato. A abertura do 3,4-epóxido ocorre pela da participação do grupo vizinho
acetamido de C-2, formando uma oxazolina. Provavelmente, durante a elaboração da
reação, pelo tratamento com a resina Amberlite IRA-120, o ácido metanossulfônico
formado e a água residual presente, conduziriam à migração do grupo acetila para C-3.
A presença de 26a na mistura de reação com 28 foi inferida por análise de CCD
(mancha revelável em ninidrina e mais polar em relação a 28) e verificada pela análise do
espectro de RMN 1 H do bruto de reação (relação 28:26a ≅ 2:1). Os espectros no
infravermelho e RMN 1 H e 13 C não foram feitos, pois a substância não foi isolada pura.
No espectro no infravermelho de 25a (Figura 4.33, p. 76) observaram-se bandas de
estiramento de OH em 3403 cm -1 + -1
, de NH3 em 3200-2081 cm , além de bandas de C=O de
éster em 1724 cm -1 . Não foram observadas bandas de C=O e N-H relativas ao grupo
acetamido. As bandas de estiramento assimétrico e simétrico de S-O2 do grupo
metanossulfonila estão presentes em 1355 e 1172 cm -1 .
No espectro de RMN de 1 H de 25a (Figura 4.34, p. 76) observou-se um sinal largo
+
a δ 8,46 ppm, correspondendo a três hidrogênios que foi atribuído ao grupo NH3 e um
dupleto (J=5,27 Hz) relativo ao hidrogênio do grupo hidroxila acoplado a H-4. O sinal a δ
5,11 ppm, correspondendo ao hidrogênio H-3, e o sinal a δ 3,81 ppm, referente ao
hidrogênio H-4, apresentaram-se na forma de simpleto largo, ou seja, apresentam
constantes de acoplamento pequenas, caracterizando a mudança de conformação glico para
gulo. A atribuição de H-3, além de outros sinais, foi realizada com auxílio do mapa de
contornos COSY (Figura 4.35, p. 77).
No espectro de RMN de 13 C de 25a (Figura 4.36, p. 77) observou-se o sinal
referente ao carbono carbonílico a δ 169,4 ppm. O sinal de carbono a δ 63,9 ppm referente
à C-4, apresentou-se blindado em relação ao C-4 a δ 74,1 ppm observado no espectro de
25, ausente de grupo mesila nesta posição. Os sinais de C-3 a δ 70,89 ppm e C-2 a δ
48,37 ppm encontram-se blindados no espectro de 25a, se comparados com os respectivos
sinais a δ 72,62 e 53,50 ppm no espectro de 25, devido ao efeito do campo elétrico criado
pela carga positiva no nitrogênio (WEHRLI & WIRTHLIN, 1978). Os dois sinais
correspondentes aos grupos metanossulfonila foram observados a δ 38,3 e 37,1 ppm. A

%T
100,0
Resultados e discussão 76
posição inequívoca do grupo acetila foi confirmada com o auxílio do mapa de contornos
HMBC pela correlação de CO/H-3 (Figura 4.37, p. 78).
95
90
85
80
75
70
65
60
55
50
45
40
35,0
3403
3018
2878
2081
4000,0 3600 3200 2800 2400 2000 1800
cm-1
1600 1400 1200 1000 800 650,0
Figura 4.33 – Espectro no infravermelho de 25a.
8.44
NH3
OH
OH
NH3 +
OMs
7.16
7.12
7.06
7.02
H-8, H-9
O
H3NCH3SO3 OAc
25a
O
6.04
6.01
OH
5.35
5.31
1724
1605
1532
1509
4.38
4.35
4.33
4.30
4.27
4.21
1434
1413
1381
1332
1355
1300
1248
1137
1228
1200
1172
3.80
3.70
3.66
3.65
3.37
2.69 4.43 0.92 1.00 0.98
3.41 2.16 3.17
1113
1097
1028
8.5 8.0 7.5 7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0
Chemical Shift (ppm)
Figura 4.34 - Espectro de RMN de 1 H (200 MHz; DMSO-d6; δ) de 25a.
CH3
H-1
5.09
6a
H
OH OMs
4
H6b
5 O
2
1 O 7
3
H3NCH3SO3
OAc
25a
CO
8
H-3
10
9
CH3
H-5, 6a,
6b
H-4
SO2
SO2CH3
H-2
SO2
3.10
1075
1046
994
973
940
912
854
871
833
DMSO-d6
SO2CH3
819
12.19
748
789
776
2.49
2.34
2.25
2.10
CH3
734
δ

Resultados e discussão 77
Figura 4.35 - Expansão do mapa de contornos da técnica COSY (200 MHz;
DMSO-d6; δ) de 25a.
169.44
154.27
6a
H
OH OMs
4
H6b
5 O
2
1 O 7
3
H3NCH3SO3
OAc
CO
25a
C-7
H-2
H-4
8
10
9
132.05
129.78
CH3
C-10
OH
(OH, H-4)
C-9
116.94
H-1
C-1
C-8
C-8
H-3
(H-1, H-2)
(H-3, H-2)
(H-3, H-4)
96.17
6a
H
OH OMs
4
H6b
5 O
2
1 O 7
3
H3NCH3SO3
OAc
72.18
70.89
69.24
63.95
DMSO-d6
39.91
39.67
39.50
39.08
36.74
160 150 140 130 120 110 100 90 80 70 60 50 40 30 20
Chemical Shift (ppm)
Figura 4.36 - Espectro de RMN de 13 C e DEPT-135 (50 MHz; DMSO-d6; δ) de 25a.
25a
δ
48.37
SO2CH3 C-3
CH3
C-5 C-4 C-2
C-6
C-1
C-3
C-6
C-2
C-5 C-4
8
10
9
CH3
SO2CH3
SO2CH3
20.79
CH3
δ

6a
H
OH OMs
4
H
6e 5 O
2
1 O 7
3
H3NCH3SO3
OAc
25a
Resultados e discussão 78
Figura 4.37 – Expansão do mapa de contornos da técnica HMBC (200 MHz;
DMSO-d6; δ) de 25a.
8
10
9
CH3
No processo de purificação, por CCDS de 25a, isolou-se o derivado 25b,
quantitativamente, sendo formado pela migração do grupo acetila, durante a purificação.
No espectro no infravermelho de 25b foram verificadas bandas referentes ao
estiramento de C=O de amida e deformação angular de NH de amida banda-II em 1652 e
1546 cm -1 , respectivamente. As bandas relativas ao estiramento assimétrico e simétrico de
SO2 do grupo metanossulfonila estão presentes em 1340 e 1175 cm -1 .
No espectro de RMN de 1 H de 25b (Figura 4.38, p. 79) verificou-se um dupleto
com integral de 1H em δ 7,0 ppm, referente a NH. O tripleto aparente com constante de
acoplamento pequena, foi atribuído ao sinal de hidrogênio H-3 a δ 4,04 ppm,
apresentando-se um deslocamento diamagnético em relação ao sinal correspondente, a
δ 5,09 ppm no espectro de 25a, confirmando a regeneração do grupo acetamido em C-2 e
mantendo a configuração gulo. O simpleto referente aos três hidrogênios do grupo
metanossulfonila foi observado a δ 2,89 ppm.
(H-3, CO)
(CH3, CO)
No espectro de RMN de 13 C de 25b (Figura 4.39, p. 79) verificou-se apenas um
sinal de carbono referente ao grupo metanossulfonila a δ 37,1 ppm. Além disso, observou-
se um sinal em δ 23,2 ppm referente ao carbono metílico do grupo acetamido.
δ

25b.
7.44
7.07
7.05
7.02
6.99
6.91
6.89
5.27
5.24
4.50
4.49
4.48
4.47
4.39
4.39
4.36
4.34
4.06
4.05
4.04
3.74
3.73
3.22
2.91
2.89
2.63
2.59
2.59
2.59
2.28
2.23
2.01
5.48 1.00 4.46 1.12 1.15
3.43 3.42 3.12
Resultados e discussão 79
7.5 7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5 1.0 0.5 0
Chemical Shift (ppm)
Figura 4.38 - Espectro de RMN de 1 H e expansão (400 MHz; DMSO-d6 e CDCL3; δ) de
170.45
CO
H-9
155.35
6a
H
OH OMs
4
H6b
5 O
2
1 O
3
OH
HNAc
25b
H-8
7
NH
8
C-7
10
9
CH3
C-10
131.66
129.75
H-2,
6
H-1
C-9
116.46
6a
H
OH OMs
4
H6b
5 O
2
1 O
3
OH
HNAc
H-5,
6
C-8
25b
H-3
97.91
C-1
Chloroform-d
77.65
77.52
77.33
77.00
71.57
71.11
70.17
68.65
C-4
C-6
C-3
C-5
170 160 150 140 130 120 110 100 90 80 70 60 50 40 30 20 10 0
Chemical Shift (ppm)
1.26
49.67
40.65
40.44
40.22
40.02
39.81
39.60
37.16
23.23
20.45
Figura 4.39 - Espectro de RMN de 13 C (100 MHz; DMSO-d6 e CDCL3; δ) de 25b.
7
8
10
H-4
9
CH3
SO2CH3
C-2
CH3
SO2CH3
CH3
-0.03
TMS
0.00
δ
δ

Resultados e discussão 80
A remoção do grupo benzoíla de C-3 dos derivados 25 e 26 foi realizada também
por reação com hidrazina mono-hidratada (98%) em metanol. Utilizando-se esse
procedimento (LI & WANG, 2004), foi obtido 27, com 74 % de rendimento e 28, com
88 % de rendimento.
Não se observou, nesse caso, a formação de 25a, possivelmente pelo fato de não se
formarem espécies carregadas negativamente nessa reação, dificultando a formação do
epóxido.
Nos espectros no infravermelho de 27 e 28 não foi observada banda de estiramento
relativa ao grupo carbonila de éster aromático.
Nos espectros de RMN de 1 H de 27 e 28 (Figuras 4.40 e 4.41, p. 81) observou-se
um dupleto (J=6,4 Hz de 27 e 7,0 Hz de 28) relativo ao hidrogênio do grupo hidroxila de
C-3 a δ 5,88 e 5,75 ppm, respectivamente. Os sinais relativos ao grupo benzoíla estão
ausentes.
Nos espectros de RMN de 13 C de 27 e 28 (Figuras 4.42 e 4.43, p. 82) os sinais de
carbono carbonílico e aromáticos relativos ao grupo benzoíla estão ausentes. O sinal de
C-3 apresentou-se com deslocamento diamagnético em relação aos sinais correspondentes
nos espectros de 25 e 26 (Tabela 4.14).
Tabela 4.14 - Dados dos espectros de RMN de 13 C relacionados às modificações de 27 e 28
e dos materiais de partida 25 e 26
δδδδ (ppm)
25 26 27 28
Atribuição
74,1 73,9 78,8 79,0 C-4
72,6 70,6 70,8 68,2 C-3
53,5 50,7 55,6 53,4 C-2

8.00
7.97
NH
7.10
7.08
6.92
6.89
6.89
6.87
6a
H
6b OMs
4 H
5 O
MsO
2
HO
1 O
3
HNAc
5.88
5.87
5.15
5.13
4.43
4.40
4.39
4.37
4.37
4.34
4.29
4.28
4.25
3.81
3.78
3.76
3.74
Resultados e discussão 81
DMSO-d6
3.32
3.29
3.28
3.10
3.09
2.49
2.49
2.48
2.23
2.07
1.99
1.83
1.00 4.33 0.97
1.01
3.42 1.04 2.31 3.48
3.16 3.08
8.0 7.5 7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0
Chemical Shift (ppm)
Figura 4.40 - Espectro de RMN de 1 H expansão (400 MHz; DMSO-d6; δ) de 27.
8.20
8.17
NH
1.00
27
H-9
H-9
7
H-8
7.13
7.09
7.00
6.96
8
H-8
10
9
CH3
OH
OH
5.76
5.73
H-4
H-6b
H-6a
5.39
5.38
H-2, 3
4.52
4.47
4.43
4.31
4.29
4.11
4.10
4.08
4.06
4.05
3.99
3.96
3.84
3.37
3.31
3.15
3.15
3.09
DMSO-d6
2.50
2.49
2.48
2.23
4.71 1.11 1.07
3.43 3.63 3.263.25
3.52 3.42
8.0 7.5 7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0
Chemical Shift (ppm)
Figura 4.41 - Espectro de RMN de 1 H (200 MHz; DMSO-d6; δ) de 28.
H-1
6a
H
6b OMs
4 H
5 O
MsO
2
HO
1
3
HNAc
O
7
8 9
CH3
10
28
H-1
H-5
H-4
H-6a,
6b
H-2, 3,
5
2SO2CH3
2SO2CH3
CH3
CH3
1.88
δ
δ

169.57
CO
154.90
131.44
129.81
116.44
98.54
70.91
70.66
67.92
Resultados e discussão 82
DMSO-d6
40.14
39.93
39.72
39.50
39.29
38.88
36.86
160 150 140 130 120 110 100 90 80 70 60 50 40 30 20
Chemical Shift (ppm)
Figura 4.42 - Espectro de RMN de 13 C (100 MHz; DMSO-d6; δ) de 27.
169.91
CO
C-7
154.31
C-10
131.97
129.94
C-9
C-7 C-9
C-10
117.58
C-8
6a
H
6b OMs
4 H
5 O
MsO
2
HO
1 O
3
HNAc
96.53
170 160 150 140 130 120 110 100 90 80 70 60 50 40 30 20
Chemical Shift (ppm)
78.93
79.06
68.24
67.85
67.74
55.74
53.41
DMSO-d6
40.32
39.91
39.50
39.08
38.66
36.88
Figura 4.43 - Espectro de RMN de 13 C e expansão (50 MHz; DMSO-d6; δ) de 28.
C-1
C-1
27
6a
H
6b OMs
4 H
5 O
MsO
2
HO
1
3
HNAc
O
7
8 9
CH3
10
28
C-8
C-4
C-4
7
8
C-3
10
9
C-3
CH3
C-5
C-5
C-6
C-6
C-2
C-2
SO2CH3
SO2CH3
SO2CH3
SO2CH3
22.95
20.11
CH3
22.53
20.19
CH3
δ
δ

Resultados e discussão 83
4.3.6 Síntese de 2-acetamido-3-O-benzoil-4,6-diazido-2,4,6-tridesoxi-ββββ-D-
galactopiranosídeo de 4-metilfenila (29) e 2-acetamido-3-O-benzoil-4,6-
diazido-2,4,6-tridesoxi-α-D-galactopiranosídeo de 4-metilfenila (30)
Esta etapa de síntese refere-se à substituição nucleofílica do tipo SN2 do grupo
metanossulfonato por grupo azido, utilizando azida de sódio em DMF (MCDONNELL et
al., 2004). Os derivados dimesilados benzoilados 25 e 26 foram submetidos à reação de
substituição por grupo azido, conduzindo aos produtos 29 com 29 % de rendimento e 30
com 45 % de rendimento. Parte do produto obtido 29 foi hidrolisado durante a reação,
tendo sido obtido 35 com 39 % de rendimento. Na reação de obtenção do diazido 30 foram
também obtidos os subprodutos 36 e 37 com 29 % e 7 % de rendimento, respectivamente
(Esquema 4.4).
MsO
O
C
O
MsO
O
C
O
OMs
O
HNAc
25
OMs
O
O
CH 3
HNAc
DMF
O CH3
26
NaN 3
DMF
NaN 3
C
C
O
N3
O
N3
O
O
N3
O
HNAc
29
N3
O
O
CH 3
HNAc
O CH3
30
HO
O
C
O
N3
O
HO
N3
N3
O
HNAc
35
MsO
O
C
O
O
N3
O
CH 3
HNAc
O CH3
36
HNAc
O CH3
Esquema 4.4 - Esquema de formação dos diazidos protegidos 29, 30 e subprodutos 35, 36 e
37.
O derivado 37 pode ter sido formado por hidrólise do éster metanossulfonato em
C-4 de 36, ou, ainda, poderia ser resultante de um provável contaminante monomesilato
em C-6 formado durante a obtenção de 26.
Nos espectros no infravermelho dos derivados 29, 30 e 37 observaram-se bandas de
estiramento de N3 e banda de estiramento de C=O de grupo benzoila. Não foram
observadas bandas de estiramento simétrico e assimétrico de S-O2 de grupo
metanossulfonila. Nos espectros no infravermelho de 35 e 37 verificou-se, além da banda
de estiramento de N3, a presença de banda de estiramento de hidroxila.
37

Resultados e discussão 84
No espectro no infravermelho de 36 verificou-se a presença de bandas de
estiramento de N3, estiramento de C=O de grupo benzoíla e de estiramento assimétrico e
simétrico de S-O2 do grupo metanossulfonila. Os dados de 29, 30, 35, 36 e 37 para a
caracterização no infravermelho encontram-se na Tabela 4.15.
Tabela 4.15 - Dados dos espectros no infravermelho relacionados a 29, 30, 35, 36 e 37
Atribuição
⎺ν/cm- 1
29 30 35 36 37
Estiramento de OH - - 3274 - 3288
Estiramento de N3 2100 2116, 2097 2117, 2104 2100 2099
Estiramento de C=O de benzoíla 1718 1721 - 1718 1718
Estiramento assim. de SO2 - - - 1345 -
Estiramento sim. de SO2 - - - 1174 -
No espectro de RMN de 1 H de 29 (Figura 4.44, p. 85) observaram-se os sinais dos
hidrogênios H-4 e H-6 com deslocamento diamagnético, sem o efeito de desproteção
gerado pelo grupo mesila, se comparados aos sinais correspondentes no espectro de 25 a δ
4,93 e 4,54-4,32 ppm, respectivamente. Os sinais referentes aos grupos metanossulfonila
estão ausentes. O sinal de H-4 no espectro de 29 apresentou-se como um dupleto largo
(acoplamento pequeno com H-3 e H-5), sugerindo a configuração galacto da estrutura. O
sinal de H-4 foi atribuído com o auxílio do mapa de contornos COSY.
No espectro de RMN de 1 H de 35 (Figura 4.45, p. 86) observa-se um dupleto
relativo ao hidrogênio da hidroxila e o hidrogênio H-3 blindado, em relação ao sinal
correspondente no espectro de 29. Os sinais referentes aos hidrogênios do grupo benzoíla
estão ausentes. Todos os sinais acima citados foram atribuídos com auxílio do mapa de
contornos COSY e encontram-se relatados na Tabela 4.16 (p. 85).

Resultados e discussão 85
Tabela 4.16 - Dados dos espectros de RMN de 1 H relacionados às modificações de 29 e 35
δδδδ (ppm) Multiplicidade J/Hz Atribuição
29 35 29 35 29 35 29 35
5,84 4,01-3,96 dd m
J3,2 11,1;
J3,4 3,5
- H-3 H-3, H-4
4,38-3,31 3,92-3,84 m m - - H-2 H-2, H-5
4,16 - dl - J4,3 3,5* - H-4 -
3,70 3,55 dd dd
3,43 3,39 dd dd
J6a,6b 12,6;
J6a,5 7,1
J6b,6a 12,6;
J6b,5 6,0
J6a,6b 12,9;
J6a,5 8,5
J6b,6a 12,9;
J6b,5 4,1
* a constante de acoplamento de sinais largo foi definida pelo sinal mais resolvido.
Chloroform-d
8.10
8.08
7.63
7.61
7.59
7.50
7.48
7.46
7.25
7.06
7.04
6.91
6.90
6.88
6.88
H-12
H-14
H-13
H-9
13
14
H-8
5.86
5.85
5.83
5.82
6a
H
N3 N3 H
4 6b 5 O
12 O
2
1 O
11 3
C
O
HNAc
29
H-3
NH
5.35
5.33
7
4.37
4.35
4.33
4.32
4.16
4.16
3.93
3.92
3.72
3.70
3.69
3.67
3.45
3.43
3.42
3.40
H-6a H-6a
H-6b H-6b
2.30
2.27
2.26
2.04
1.90
1.86
2.44 3.99 4.95
2.02 1.00
1.23 1.13 2.53
3.85 3.35
8.0 7.5 7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0
Chemical Shift (ppm)
Figura 4.44 - Espectro de RMN de 1 H e expansão (400 MHz; CDCl3; δ) de 29.
8
H-1
9
10 CH3 H-2
H-4 H-5 H-6a H-6b
CH3
δ

7.84
7.82
6a
H
N3 N3
H
4 6b 5 O
HO
2
1 O
3
HNAc
35
NH
0.92
7.09
7.07
6.86
6.86
6.83
5.74
5.72
4.97
4.94
2.00 0.93 0.95
3.98
3.96
3.95
3.90
3.88
3.54
3.41
3.40
3.38
3.35
3.32
3.30
2.51
2.50
4.13 3.36 2.92 2.82
Resultados e discussão 86
8.0 7.5 7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5 1.0 0.5 0
Chemical Shift (ppm)
Figura 4.45 - Espectro de RMN de 1 H e expansão (400 MHz; DMSO-d6; δ) de 35.
No espectro de RMN de 13 C de 29 (Figura 4.46, p. 87) observaram-se sinais
referentes a C-4 e C-6 com maior deslocamento diamagnético em relação aos
correspondentes em 25, que neste apresentaram-se a δ 74,1 e 67,7 ppm. Os sinais de
carbono do grupo metanossulfonila estão ausentes.
No espectro de RMN de 13 C de 35 (Figura 4.47, p. 87) verificou-se que os sinais de
carbonila e carbonos aromáticos característicos do grupo benzoíla, estão ausentes. Os
sinais de C-4 e C-6 no espectro de 35 estão deslocados diamagneticamente. Nos espectros
de 29 e 35, o sinal de C-6 foi atribuído com o auxílio do subespectro de DEPT-135 e os
2.23
2.09
demais com o auxílio do mapa de contornos HMQC (Tabela 4.17).
Tabela 4.17 - Dados dos espectros de RMN de 13 C relacionados às modificações de 29 e 35
* permutáveis
7
H-9
8
10
9
H-8
CH3
OH
H-3, 4
H-1
H-5, 2
H-6a
H-6b
δδδδ (ppm) Atribuição
29 35 29 35
72,1 71,6 C-5* C-5
72,0 70,4 C-3 * C-3
60,3 62,4 C-4 C-4
52,2 52,1 C-2 C-2
51,2 51,2 C-6 C-6
1.82
CH3
TMS
0.00
δ

13
14
170.77
165.99
154.94
6a
H
N3 N3
H
4 6b 5 O
12 O
2
1 O
11
C
3
HNAc
COC6H5
133.93
132.77
130.13
130.01
128.72
117.19
99.53
Chloroform-d
77.32
77.21
77.00
76.68
72.09
Resultados e discussão 87
170 160 150 140 130 120 110 100 90 80 70 60 50 40 30 20
Chemical Shift (ppm)
60.36
52.26
51.27
Figura 4.46 - Espectro de RMN de 13 C e expansão (100 MHz; CDCl3; δ) de 29.
169.67
O
155.18
29
NHCOCH3
C-7
7
131.21
129.73
116.52
99.56
6a
H
N3 N3 H
4 6b 5 O
HO
2
1 O
3
HNAc
DMSO-d6
40.14
39.91
39.71
39.50
39.29
170 160 150 140 130 120 110 100 90 80 70 60 50 40 30 20 10 0
Chemical Shift (ppm)
71.72
70.50
62.49
52.27
51.28
Figura 4.47 - Espectro de RMN de 13 C (100 MHz; DMSO-d6; δ) de 35.
35
23.06
20.11
C-9 C-8
C-5
CO C-7
C-1 C-2
CH3
C-4
C-10
8
10
9
C-14
C-12
C-9
CH 3
C-10
C-13
C-11
C-8
C-1
7
8
10
9
CH 3
C-3
C-3
ou
C-5
C-5
ou
C-3
C-6
C-4
C-2
C-6
23.33
20.60
CH3
0.09
δ
δ

Resultados e discussão 88
Nos espectros de RMN de 1 H de 30, 36 e 37 (Figuras 4.48 e 4.49, p. 89 e 4.50, p.
90) observaram-se que H-6a e H-6b encontram-se blindados em relação aos mesmos no
espectro de 26, além da presença de sinais relativos aos hidrogênios aromáticos do grupo
benzoíla. No espectro de 30 observou-se, também, que H-4 encontra-se mais blindado e o
respectivo sinal de hidrogênio relativo ao grupo metanossulfonila está ausente. No espectro
de 36 observou-se um simpleto a δ 2,86 ppm, relativo ao grupo metanossulfonila
remanescente, e um sinal correspondente ao H-4 apresentando o mesmo deslocamento
químico do espectro de 26. No espectro de 37 observou-se que o hidrogênio H-4 encontra-
se blindado e o sinal de hidrogênio do grupo metanossulfonila está ausente. Os sinais
foram atribuídos com o auxílio do mapa de contornos COSY. Os dados referentes aos
sinais citados estão relatados na Tabela 4.18.
Tabela 4.18 - Dados dos espectros de RMN de 1 H relacionados a 30, 36 e 37 em relação a
26
δδδδ (ppm) Multiplicidade J/Hz Atribuição
30 36 30 36 30 36 30 36
4,20-4,14 5,02 m t - J4,3=J4,5 9,6 H-4, H-5 H-4
3,58 3,57-3,54 dd m J6a,6b 12,5;
3,31 2,86 dd s
J6a,5 7,2
J6b,6a 12,5;
J6b,5 7,2
- H-6a H-6a, H-6b
- H-6b SO2CH3
37 26 37 26 37 26 37 26
4,03-3,93 5,04 m t - J4,3=J4,5 9,4 H-4, H-5 H-4
3,56-3,48 4,42-4,29 m m - - H-6a, H-6b
H-5, H-6a,
H-6b
- 3,17 - s - - - SO2CH3
- 3,14 - s - - - SO2CH3

8.13
8.09
8.09
7.62
7.58
7.48
7.44
7.15
7.11
6.99
6.94
5.99
5.94
5.78
5.76
5.72
5.71
5.56
5.54
5.04
5.02
4.99
H-12
H-14
H-13
H-9
NH
H-8
4.99
4.98
4.97
4.21
4.17
4.15
3.63
3.60
3.57
3.53
3.36
3.33
3.30
3.27
2.35
2.31
2.16
1.34 2.28 3.36 0.74 0.71 1.36 0.750.69
3.03 2.62
Resultados e discussão 89
8.0 7.5 7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5 1.0 0.5 0
Chemical Shift (ppm)
Figura 4.48 - Espectro de RMN de 1 H e expansão (200 MHz; CDCl3; δ) de 30.
Chloroform-d
8.10
8.06
7.65
7.64
7.61
7.57
7.51
7.47
7.43
7.25
7.16
7.12
7.01
6.96
H-12
H-14
H-13
H-9
13
14
6a
H
N3 N3
H
4 6b 5 O
2
12 O
1 8 9
11 3
C
HNAc 7
O CH3
10
O 30
H-3 H-1 H-4,
5
H-8
14
13
H-2
6.00
5.96
5.83
5.78
5.73
5.59
H-1
H-3
NH
5.57
5.05
5.00
4.96
4.73
4.71
4.68
4.66
4.63
H-6a H-6b
12
6a
H
6b N3
4 H 5 O
MsO
2
O
1 8 9
11
C
O
3
HNAc
O
36
7
CH3
10
4.19
4.17
4.14
4.13
4.12
4.10
3.61
3.56
3.53
1.78 3.25 4.45 1.00 2.25 1.10 1.04 1.12 2.03 3.34 3.35 3.92
8.0 7.5 7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0
Chemical Shift (ppm)
Figura 4.49 - Espectro de RMN de 1 H e expansão (200 MHz; CDCl3; δ) de 36.
H-4
H-2
H-5
1.88
SO2CH3
2H6
CH3
2.85
2.62
2.31
2.16
CH3
TMS
0.00
1.84
δ
δ

Chloroform-d
8.06
8.05
7.61
7.60
7.58
7.48
7.46
7.44
7.25
7.14
7.12
7.00
6.98
H-12
H-14
H-13
H-9
H-8
NH
14
13
12
6a
H
6b
N3
4 H 5 O
HO
2
O
1 8 9
11
C
O
3 HNAc
O
7
CH
10
3
5.91
5.89
5.56
5.55
5.50
5.48
5.45
H-1
H-3
4.67
4.66
4.64
4.64
4.63
4.62
4.61
4.00
3.99
3.99
3.98
3.96
3.94
3.92
3.53
3.52
3.51
Resultados e discussão 90
2.11 3.38 4.17
0.87 1.90 1.00 1.87 1.57
3.37 3.31
8.0 7.5 7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0
Chemical Shift (ppm)
Figura 4.50 - Espectro de RMN de 1 H e expansão (400 MHz; CDCl3; δ) de 37.
Nos espectros de RMN de 13 C de 30, 36 e 37 (Figuras 4.51 e 4.52, p. 91 e 4.53, p.
92) observou-se um sinal referente a C-6 mais protegido que o correspondente sinal de 26,
além da presença de sinais de carbono carbonílico e carbonos aromáticos de grupo
benzoíla. Nos espectros de 30 e 37 constatou-se que o carbono C-4 encontra-se blindado
revelando ou a substituição por grupo azido ou o corte do grupo mesila. O sinal referente
ao carbono do grupo metanossulfonila está ausente em ambos os espectros. No espectro de
36 observou-se um sinal de carbono do grupo metanossulfonila remanescente. Os dados de
carbono relatados acima estão apresentados na Tabela 4.19.
Tabela 4.19 - Dados dos espectros de RMN de 13 C de 30, 36 e 37, em relação a 26
δδδδ (ppm)
H-2
H-5, 4
26 30 36 37
37
2.31
1.86
Atribuição
73,9 61,0 75,4 69,7 C-4
67,5 51,3 50,7 51,1 C-6
50,7 48,2 52,3 51,5 C-2
38,2 - 39,0 - SO2CH3
37,0 - - - SO2CH3
2H6
CH3
δ

170.05
166.56
NHCOCH3
153.82
133.84
132.63
130.19
130.10
128.64
128.41
116.28
96.57
Chloroform-d
77.64
77.00
76.37
71.01
68.61
Resultados e discussão 91
160 150 140 130 120 110 100 90 80 70 60 50 40 30 20 10 0
Chemical Shift (ppm)
60.78
51.11
47.97
Figura 4.51 - Espectro de RMN de 13 C (50 MHz; CDCl3; δ) de 30.
C-9
134.19
130.48
130.24
128.99
C-14
COC6H3
C-12
C-13
C-7
116.34
C-8
C-9
C-12
C-13
C-10 C-8
C-14
C-11
14
13
95.80
C-1
C-1
12
6a
H
6b N3
4 H 5 O
MsO
2
O
1 8 9
11
C
O
3
HNAc
O
36
7
CH3
10
75.47
71.07
69.98
52.40
50.79
23.13
20.51
128 120 112 104 96 88 80 72 64 56 48 40 32 24
Chemical Shift (ppm)
Figura 4.52 - Espectro de RMN de 13 C, (DEPT-135, 50 MHz; CDCl3; δ) de 36.
C-4
C-3
ou
C-5
C-3
ou
C-5
C-5
ou
C-3
C-5
ou
C-3
13
14
C-4
C-6
C-2
C-2
SO2CH3
C-6
39.06
CH3
23.24
20.80
CH3
-0.07
6a
H
N3 N3
H
4 6b 5 O
2
12 O
1 8 9
11 3
C
HNAc 7
O CH3
10
O 30
δ
δ

170.09
168.17
NHCOCH3
153.76
133.82
132.53
130.21
130.02
128.88
128.64
116.14
96.02
Chloroform-d
77.32
77.00
76.68
75.03
71.89
69.76
Resultados e discussão 92
170 160 150 140 130 120 110 100 90 80 70 60 50 40 30 20
Chemical Shift (ppm)
Figura 4.53 - Espectro de RMN de 13 C (100 MHz; CDCl3; δ) de 37.
4.3.7 Síntese de 2-acetamido-3,6-diazido-2,3,6-tridesoxi-ββββ-D-
gulopiranosídeo de 4-metilfenila (31), 2-acetamido-4,6-diazido-2,4,6-
tridesoxi-αααα-D-galactopiranosídeo de 4-metilfenila (32), 2-acetamido-4,6-
diazido-2,4,6-tridesoxi-αααα-D-glicopiranosídeo de 4-metilfenila (33), 2-
acetamido-3,6-diazido-2,3,6-tridesoxi-αααα-D-gulopiranosídeo de 4-metilfenila
(34)
Esta etapa refere-se à reação dos derivados di-O-mesilados desprotegidos 27 e 28
com azida de sódio em DMF (MCDONNELL et al., 2004). O derivado 27 conduziu ao
derivado diazido 31 de configuração gulo, como único produto isolado na reação. O
derivado 28 conduziu ao diazido galacto 32 e ao monoazido glico 39 como produtos
principais da reação. Além desses produtos, a reação de 28 também conduziu aos
derivados diazido glico 33 e diazido gulo 34, além do monoazido gulo 38 (Esquema 4.5, p.
93).
COC6H3
C-7
C-9 C-12
C-11
C-14
C-10
C-13
C-8
C-1
14
13
C-5
C-3
C-4
C-2
51.50
51.13
C-6
23.18
20.56
12
6a
H
6b
N3
4 H 5 O
HO
2
O
1 8 9
11
C
O
3 HNAc
O
7
CH
10
3
37
CH3
δ

MsO HO
OMs
O
AcNH
27 = β
28 = α
OR
NaN 3
DMF
DMF
NaN 3
HO
OH
N 3
N3 O
AcNH
N3 31
N3 O
AcNH
32
OR
OR
N3 HO
N3 O
AcNH
33
OR
OH
R =
N3
O
AcNH
N3 OR
CH 3
OH
Resultados e discussão 93
N3 O
HO AcNH
OR
MsO
HO
N3 O
AcNH
34 38
39
Esquema 4.5 - Formação dos derivados diazido desprotegidos 31, 32, 33 e 34 e
subprodutos 38 e 39.
A formação de 31 foi interpretada como se segue. Inicialmente tem-se a
substituição do mesilato de C-6, mais acessível estericamente. Em seguida, ocorre a
formação do epóxido por deslocamento do mesilato de C-4 pelo grupo hidroxila de C-3.
Uma vez formado, o epóxido adota preferencialmente a conformação com os grupos em
posição pseudo-equatorial (II). Conforme os critérios estereoeletrônicos, a abertura do
epóxido deve ser trans-diaxial (Regra de Fürst-Plattner) preferencialmente, com estado de
transição tipo cadeira (POPSAVIN et al., 2005). Assim, a abertura do epóxido na
conformação II leva ao produto 31, com 75 % de rendimento (Esquema 4.6). Além de ser
de maior energia, a abertura do epóxido na conformação (I) geraria interações 1,3-diaxiais,
desfavoráveis, o que não ocorre na abertura de II.
MsO
HO
N 3
OMs
O
HNAc
27
OH O
O
N 3
O
NHAc
CH3
CH 3
NaN 3
DMF
6
N3 O O
5
4
H
conformação de
H
3 2
O
1
H
NHAc
CH3 menor energia não há interação
II N3 1,3-diaxial
H 2O
MsO
HO
OH
N3
N3 O
HNAc
O
interação 1,3-diaxial
N3
H
N3 O
HNAc
6
5
4 O
O
N 3
75 %
O
1
3
H
2
NHAc
conformação de
maior energia
I
CH3
CH3 N3 interação 1,3-diaxial
OMs
O
N 3
OH
O
Esquema 4.6 - Formação de 31 via abertura em C-3 do epóxido de 27.
31
O
CH 3
N 3
O
O
NHAc
MsOH
O
NHAc
CH 3
CH 3
OR

Resultados e discussão 94
A formação dos derivados 33 e 34 (Esquema 4.7) também ocorre por substituição
do mesilato de C-6 por grupo azido e formação do epóxido por deslocamento do mesilato
de C-4 pelo grupo hidroxila de C-3. Primeiramente, o epóxido adota a conformação com os
grupos NHAc e N3 em posição pseudo-axial (I). Considerando a regra de Fürst-Plattner
provavelmente a abertura do epóxido ocorre através da conformação I e o estado de
transição de menor energia (tipo cadeira), conduzindo ao produto principal 33 com 33 %
de rendimento. A mesma consideração foi proposta para a formação de 34, em que a
abertura trans-diaxial e o estado de menor energia são favoráveis para a abertura do
epóxido na conformação II, fornecendo 34 com 7 % de rendimento. A interação 1,3-diaxial
entre o grupo azido e o grupo 4-metilfenoxila seria responsável pela menor eficiência da
reação de abertura do epóxido em II e, em conseqüência, ao menor rendimento de 34.
N 3
N 3
N 3
HO
H
OH
O O
N3 O
33
NHAc
MsO
HO
OMs
NaN 3
HNAc DMF
O CH3
28
HNAc O CH3
O
CH 3
interação 1,3-diaxial
MsO
HO
N 3
N3
O
HNAc O CH3
N 3
O O O
CH3 NHAc
OMs
N 3
OH
O
NHAc
O CH 3
OH
OH
O
N3 O
HNAc O
N3
34
33 % 7 %
MsOH
H2O 6
N3 5 4
H
O
H
1
O O
H
3 2
NHAc
CH3 N3 6
5
H
O O
4
H
3 2
H NHAc
1
H2O O
CH3 N3 interação 1,3-diaxial
N3 conformação de
conformação de
interação 1,3-diaxial
maior energia
menor energia
I
II
Esquema 4.7 - Formação de 33 e 34 via abertura do epóxido de 28.
Um resultado semelhante obtido em nosso laboratório foi a obtenção de 4,6-
diazido-2-[(3,5-dinitrobenzoil)amino]-2,4,6-tridesoxi-α-D-glicopiranosídeo de metila via a
abertura de epóxido de um derivado 4,6-dimesilado correspondente (CHAVES, 2000).
O produto 38, formado na mesma reação com 8 % de rendimento, foi obtido pela
abertura do epóxido, de acordo com o caminho observado para o produto 34, pela água
presente no solvente, que teria atuado como nucleófilo.
N 3
O
N 3
H
NHAc
CH 3
CH 3

Resultados e discussão 95
Na tentativa de otimizar a formação do α-diazido 33, foram efetuadas reações em
solventes como N-metilpirrolidona e DMSO, cujos rendimentos estão apresentados na
Tabela 4.20.
Tabela 4.20 – Efeito do solvente sobre o rendimento dos produtos na reação de formação
do α-diazido
Solvente 32 33 34 38 39
N-metilpirrolidona 17,5 % 54,5 % 10 % 18 % -
DMSO 27 % 45 % 4,5 % 23 % -
DMF 31 % 33 % 7 % 8 % 1,2 %
Em todas as reações foram encontrados os derivados glico, galacto e gulo, sendo
que na reação em N-metilpirrolidona o derivado glico 33 foi obtido com o melhor
rendimento.
Nos espectros no infravermelho de 31, 32, 33 e 34 observaram-se bandas de
estiramento de N3 e não são observadas bandas de estiramento assimétrico e simétrico de
S-O2 do grupo metanossulfonila.
Nos espectros no infravermelho de 38 e 39 observaram-se bandas de estiramento de
N3 e verifica-se a presença, no espectro de infravermelho de 39, de bandas de estiramento
assimétrico e simétrico de SO2 do grupo metanossulfonila. Os dados de infravermelho para
estes derivados estão relatados na Tabela 4.21.
Tabela 4.21 - Dados dos espectros no infravermelho de 31, 32, 33, 34, 38 e 39
Atribuição
⎺ν/cm- 1
31 32 33 34 38 39
Estiramento de N3 2097 2123, 2093 2123, 2091 2095 2097 2093
Estiramento assim. de SO2 - - - - - 1342
Estiramento sim. de SO2 - - - - - 1177
Nos espectros de RMN de 1 H de 31-34 (Figuras 4.54 e 4.55, p. 97, 4.56 e 4.57, p.
98) foi observado que H-6a e H-6b encontram-se blindados em relação aos H-6a e H-6b
dos materiais de partida 27 (a δ 4,28 ppm; H-6a e a δ 4,42 ppm; H-6b) e 28 (a δ 4,37-4,24
ppm; H-6a e H-6b). Nos espectros de RMN de 1 H dos derivados gulo 31 e 34 verificaram-
se sinais com constantes de acoplamento pequenas, referentes aos hidrogênios H-3 e H-4,
sendo H-4 blindado no espectro de 31, indicando que estes se encontram em relação sin-

Resultados e discussão 96
clinal aos hidrogênios H-2 e H-5. O acoplamento de J4,5 para o sinal de H-4 no espectro de
34 não foi visualizado no mapa de contornos COSY. Nos espectros de RMN de 1 H dos
derivados galacto 32 e glico 33, H-4 encontra-se blindado. O dupleto largo (J4,3=3,6 Hz)
observado no espectro do diazido galacto 32 referente ao hidrogênio H-4 indica que este
encontra-se em relação sin-clinal aos hidrogênios H-3 e H-5, compatível com as
configurações propostas. O tripleto (J4,3=J4,5 8,4 Hz) observado no espectro do diazido
glico 33 a δ 4,02 ppm, referente ao hidrogênio H-4, indica que este hidrogênio se encontra
em relação antiperiplanar aos hidrogênio H-3 e H-5. Os sinais de hidrogênio foram
atribuídos com auxílio do mapa de contornos COSY. Para a atribuição do sinal dos
hidrogênios H-6a e H-6b do espectro de 31 também se fez necessário o auxílio do mapa de
contornos HMQC (Tabela 4.22).
Tabela 4.22 - Dados dos espectros de RMN de 1 H relacionados a 31, 32, 33 e 34
δδδδ (ppm) Multiplicidade J/Hz Atribuição
31 34 31 34 31 34 31 34
4,09
4,61-
4,59
t m J3,2=J3,4 3,5 - H-3 H-3, H-5
3,61 4,29 tl dl J4,5* 4,0; J4,3 3,5 J4,3* 3,2 H-4 H-4
3,52-
3,47
3,93 m dd -
3,33 3,58 dd dd
J6b,5 4,0;
J6b,6a 13,0
J6a,5 8,5;
J6a,6b12,6
J6b,5 4,5;
J6b,6a 12,6
H-6a H-6a
H-6b H-6b
32 33 32 33 32 33 32 33
4,21 4,61 dd tl J3,4 3,6; J3,2 10,6 J3,2=J3,4* 8,4 H-3 H-3
3,91 4,02 dl t J4,3* 3,6 J4,3=J4,5 8,4 H-4 H-4
3,58 3,59 dd d J6a,5 7,7; J6a,6b12,6 J6a,5=J6b,5 3,7 H-6a
3,29 - dd - J6b,5 5,5; J6b,6a 12,6 - H-6b -
* a constante de acoplamento de sinais largo foi definida pelo sinal mais resolvido.
H-6a,
H-6b

8.30
8.28
NH
7.09
7.07
6.92
6.91
6.89
6.87
6.85
5.70
5.69
5.13
5.11
4.58
4.57
4.55
4.33
4.08
4.07
4.07
3.69
3.49
3.48
3.47
3.42
3.42
3.41
3.37
3.34
3.33
Resultados e discussão 97
DMSO-d6
2.49
2.49
2.47
2.22
2.10
2.07
2.06
1.86
1.83
1.00 4.81 1.06 1.08 0.81 1.05 1.15 2.88
3.78 3.32
8.0 7.5 7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0
Chemical Shift (ppm)
Figura 4.54 - Espectro de RMN de 1 H e expansão (400 MHz; DMSO-d6; δ) de 31.
7.26
7.14
7.12
6.96
6.94
Harom.
H-9
H-8
H-9
5.98
5.96
NH
H-8
5.49
5.48
H-1
H-2
H-2
OH
4.53
4.52
4.24
4.23
4.21
4.20
4.02
3.92
3.91
3.61
3.59
3.58
3.56
3.31
3.30
3.28
H-3
6a
H
OH N3
H6b
4 5 O
2
H-5 H-4
H-6a H-6a
H-4 H-6b H-6e
2.41 1.06 1.17
1.22 1.262.41
1.27 1.28
3
N3
7.5 7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5 1.0 0.5 0
Chemical Shift (ppm)
2.31
2.09
2.07
Figura 4.55 - Espectro de RMN de 1 H expansão (400 MHz; CDCl3; δ) de 32.
H-3
H-1
HNAc
31
1
O
7
H-5
6a
H
N3 N3
H
6b 5
4 O
2
HO
1 8 9
3
HNAc
O
7
CH3
10
32
8
10
9
CH3
H-4
H-6a
4.45
CH3
H-6b
1.25
0.88
CH3
TMS
0.00
δ
δ

9.31
9.27
NH
0.97
8.73
8.05
7.58
7.21
7.10
7.09
6.00
5.98
5.07
5.05
5.00
4.98
4.96
4.65
4.61
4.61
4.07
4.05
4.03
4.01
3.97
3.92
3.60
3.58
4.23 1.00 4.15 1.14 2.24 2.08
Resultados e discussão 98
2.18
2.09
2.01
9 8 7 6 5 4 3 2 1 0
Chemical Shift (ppm)
Figura 4.56 - Espectro de RMN de 1 H e expansão (200 MHz; C5D5N; δ) de 33.
8.90
8.88
8.73
NH
0.89
7.58
7.21
7.16
7.16
7.14
H-9
H-8
e
H-9
7.08
7.06
5.87
5.85
5.60
5.59
5.58
5.57
5.56
5.00
4.62
4.61
4.60
4.30
4.29
3.96
3.94
3.93
3.91
H-3,
H-1
5 H-4
H-2
Harom. H-8
H-1
6a
H
4 H
N3
HO
3
N3
O
2
1
HNAc
O
7
8 9
CH3
10
6b
5
H-2
4.20 1.001.05 2.09 0.98 1.00 1.02
3.61
3.59
3.57
3.56
H-6a H-6b
H-6e
8.5 8.0 7.5 7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5 1.0 0.5 0
Chemical Shift (ppm)
Figura 4.57 - Espectro de RMN de 1 H e expansão (400 MHz; C5D5N; δ) de 34.
33
H-3
H-5
6a
H
OH N3
H6b
4
5 O
2
1
3
HNAc
N3 O
7
8 9
CH3
10
34
H-4
2H6
6.74
2.18
2.16
6.19
CH3
CH3
TMS
0.00
TMS
0.01
0.00
δ
δ

Resultados e discussão 99
Nos espectros de RMN de 13 C de 31, 32, 33 e 34 (Figuras 4.58, p. 99 e 4.59, 4.60,
p. 100 e 4.61, p. 101) observaram-se sinais apresentando deslocamento diamagnético
relativos a C-6. Os espectros de RMN de 13 C dos derivados diazido gulo 31 e 34
apresentaram o sinal de C-3 com deslocamento diamagnético. Já os derivados diazido glico
33 e galacto 32 apresentaram o sinal de C-4 com maior proteção diamagnética. Os sinais
foram atribuídos com o auxílio do subespectro de DEPT-135 e mapa de contornos HMQC
(Tabela 4.23).
Tabela 4.23 - Dados dos espectros de RMN de 13 C relacionados às modificações de 31, 32,
33 e 34
δδδδ (ppm)
27 28 31 32 33 34
Atribuição
70,8 68,2 64,2 72,0 71,9 63,0 C-3
78,8 79,0 66,7 62,5 65,6 67,9 C-4
67,8 67,7 51,1 51,5 52,7 52,0 C-6
169.51
NHCOCH3
154.80
C-7
131.16
129.71
C-10
C-9
6a
H
OH N3
H
4
6b 5 O
2
3
N3 116.50
C-8
HNAc
96.86
66.30
63.83
60.29
DMSO-d6
50.73
48.42
40.14
39.93
39.72
39.50
39.29
39.09
38.88
170 160 150 140 130 120 110 100 90 80 70 60 50 40 30 20
Chemical Shift (ppm)
72.63
72.28
Figura 4.58 - Espectro de RMN de 13 C (100 MHz; DMSO-d6; δ) de 31.
31
1
O
7
C-1
8
10
9
CH 3
C-5
C-3
C-4
C-6
C-2
22.45
20.17
CH3
δ

173.06
NHCOCH3
153.46
132.80
130.28
116.08
95.83
Chloroform-d
77.32
77.21
77.00
76.68
72.05
68.89
62.55
Resultados e discussão 100
170 160 150 140 130 120 110 100 90 80 70 60 50 40 30 20
Chemical Shift (ppm)
Figura 4.59 - Espectro de RMN de 13 C (100 MHz; CDCl3; δ) de 32.
130.91
C-9
C-7
117.63
C-8
C-10
C-9
98.08
C-1
C-8
6a
H
4 H
N3
HO
3
N3
O
2
1
HNAc
O
7
8 9
CH3
10 55,32
6b
5
71.92
71.50
55.35
52.77
128 120 112 104 96 88 80 72 64 56 48 40 32 24
Chemical Shift (ppm)
Figura 4.60 - Espectro de RMN de 13 C (50 MHz; CDCl3; δ) de 33.
33
C-3
C-1
C-5
65.64
C-4
C-3
C-5
C-2
C-6
51.48
50.81
6a
H
N3 N3
H
6b 5
4 O
2
HO
1 8 9
3
HNAc
O
7
CH3
10
32
CH3
23.44
20.91
23.25
20.58
C-6 CH3
C-4
C-2
δ
δ

170.65
NHCOCH3
155.42
150.19
149.92
149.65
C-7
135.81
135.57
135.31
135.04
131.92
130.30
123.93
123.80
123.55
123.31
123.01
117.56
96.71
Resultados e discussão 101
170 160 150 140 130 120 110 100 90 80 70 60 50 40 30 20 10 0
Chemical Shift (ppm)
Figura 4.61 - Espectro de RMN de 13 C (100 MHz; C5D5N; δ) de 34.
Nos espectros de RMN de 1 H de 38 e 39 (Figuras 4.62 e 4.63 p. 102) observou-se
que os hidrogênios H-6a e H-6b estão protegidos em relação aos correspondentes de 28.
No espectro de RMN de 1 H de 38 o sinal referente aos hidrogênios do grupo
metanossulfonila está ausente e no espectro de 39 verificou-se um simpleto a δ 3,74 ppm
devido aos hidrogênios do grupo metanossulfonila remanescente. As constantes de
acoplamento dos hidrogênios H-3 e H-4 no espectro de 38 indicam a configuração gulo
para esse derivado. Os sinais foram atribuídos com auxílio do mapa de contornos COSY
(Tabela 4.24).
C-10
C-9
C-8
Tabela 4.24 - Dados dos espectros de RMN de 1 H relacionados às modificações de 38 e 39
δδδδ (ppm) Multiplicidade J/Hz Atribuição
38 39 38 39 38 39 38 39
4,66 5,10 tl t J3,2=J3,4* 3,2 J4,3=J4,5 9,58 H-3 H-4
4,33 4,61 dl tl J4,3* 3,2 J3,2=J3,4* 9,58 H-4 H-3
4,01 3,74 dd dl J6a,5 8,5; J6a,6b 12,6 J6a,5=J6b,5* 4,32 H-6a H-6a, H-6b
3,64 - dd - J6b,5 4,5; J6b,6a 12,6 - H-6b -
* a constante de acoplamento de sinais largos foi definida pelo sinal mais resolvido.
68.00
67.76
63.05
52.09
34
46.50
6a
H
OH
H6b
4
N3
5
O
2
3
N3
1
HNAc
O
7
8 9
CH3
10
C-1 C-5
C-6
C-4 C-3 C-2
22.85
20.52
CH3
TMS
0.04
δ

8.73
8.58
8.56
NH
0.93
7.58
7.23
7.23
7.21
7.10
7.08
7.06
5.99
5.98
5.54
5.53
5.50
5.04
5.03
5.02
5.01
4.98
4.68
4.67
4.66
4.34
4.04
4.02
4.01
3.99
3.66
3.65
3.63
3.53
2.99
3.12 1.00 1.10 1.43 1.29 1.19 1.02
Resultados e discussão 102
2.18
2.17
2.16
2.14
2.12
2.10
2.01
1.33
8.5 8.0 7.5 7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5 1.0 0.5 0
Chemical Shift (ppm)
Figura 4.62 - Espectro de RMN de 1 H e expansão (400 MHz; C5D5N; δ) de 38.
9.37
9.35
NH
1.00
8.74
H-9
7.58
H-8
H-1
7.22
7.10
H-8
e
H-9
Harom.
6a
H
OH N3 H6b
4
5 O
2
1
3
HNAc
O
7
8 9
CH3
10
OH 38
H-2
5.96
5.95
5.13
5.10
5.08
5.01
4.64
4.62
4.59
4.36
4.35
4.34
4.32
4.31
3.75
3.74
3.54
3.24
H-1
H-5
H-2
H-4
H-3
4.29 1.03 1.73 1.121.07
9 8 7 6 5 4 3 2 1 0
Chemical Shift (ppm)
H-5
2H6
5.43
6.79
2.17
2.10
Figura 4.63 - Espectro de RMN de 1 H e expansão (400 MHz; C5D5N; δ) de 39.
H-3
H-4
6a
H
6b N3
4 H
5 O
MsO
2
HO
1 8 9
3
HNAc
O
7
CH3
10
39
H-6a H-6b
CH3
7.16
CH3
1.27
TMS
0.00
TMS
0.00
δ
δ

Resultados e discussão 103
Nos espectros de RMN de 13 C de 38 e 39 (Figuras 4.64, p. 103 e 4.65, p. 104)
observou-se que os sinais dos carbonos C-6 são registrados a δ 52,4 e δ 51,7 ppm,
respectivamente, exibindo deslocamento diamagnético. No espectro de 38 observou-se que
o sinal do grupo metanossulfonila está ausente e o sinal de C-4 encontra-se a δ 70,8 ppm,
típico de carbono de açúcar ligado a OH. No espectro de 39 o sinal observado a δ 39,3 ppm
é relativo ao carbono do grupo metanossulfonila em C-4.
170.35
156.27
150.15
149.88
149.61
135.86
135.62
135.48
135.37
131.69
130.32
123.83
123.59
123.33
123.05
117.66
C-8
C-9
98.18
71.11
70.84
67.63
OH 38
170 160 150 140 130 120 110 100 90 80 70 60 50 40 30 20 10 0
Chemical Shift (ppm)
Figura 4.64 - Espectro de RMN de 13 C (100 MHz; C5D5N; δ) de 38.
52.49
47.16
6a
H
OH N3
H6b
4
5 O
2
1 8
3
9
HNAc 7
O CH3
10
C-4
23.09
20.51
CO
C-7
C-10
C-1
C-4
C-3
C-5
C-6
C-2
CH3
C-2
TMS
0.03
δ

171.06
CO
155.21
150.38
150.11
149.84
136.24
135.98
135.74
135.49
C-7
Carom
C-10
130.68
124.21
123.98
123.72
123.48
123.20
117.39
C-9
C-8
97.31
Resultados e discussão 104
170 160 150 140 130 120 110 100 90 80 70 60 50 40 30 20 10 0
Chemical Shift (ppm)
82.07
70.72
70.24
55.06
51.79
6a
H
6b N3
4 H
5 O
MsO
2
HO
1
3
HNAc
O
7
8 9
CH3
10
C-1 C-3 C-2
C-4
Figura 4.65 - Espectro de RMN de 13 C (100 MHz; C5D5N; δ) de 39.
39
C-5
C-6
39.34
SO2CH3
23.19
20.68
CH3
TMS
0.19
δ

5 TESTE DE ATIVIDADE ANTIMICROBIANA
Teste de atividade anticrobiana 105
De todas as substâncias obtidas nesse trabalho, as que tem suas estruturas
mostradas abaixo foram avaliadas contra bactérias (Bacillus subtilis ATCC 6633,
Micrococcus luteus ATCC 9341, Staphylococcus aureus ATCC 6538p, Escherichia coli
ATCC 8739 e Pseudomonas aeruginosa ATCC 9027), fungo filamentoso (Aspergillus
niger ATCC 16404) e leveduras (Saccharomyces cerevisiae ATCC 2601, Candida
albicans ATCC 10231 e Candida tropicalis ATCC 1641), na concentração de 1 mg/mL,
em teste de difusão em agar (GAVIN, 1957).
HO HO
R 2
O
O
NHAc
6: R 1 = CH 3; R 3 = OH
7: R 1 = COOCH 3; R 3 = OH
8: R1 = CH3; R3 = OTs
9: R1 = COOCH3; R3 = OTs
10: R 1 = CH 3; R 3 = N 3
11: R 1 = COOCH 3; R 3 = N 3
12: R1 = CH3; R3 = NH2
13: R1 = COOCH3; R3 = NH2
14: R 1 = CH 3; R 3 = NHAc
15: R 1 = COOCH 3; R 3 = NHAc
R 4
R 3
R 2
O
R5
O
R1
CH 3
O
O
R3
O
O
NHAc
19 = β : R3 = OH
20 = α : R 3 = OH
21 = β : R3 = OBz
22 = α : R 3 = OBz
25a : R2 = OMs; R3 = OAc; R4 = OH; R5 = NH3CH3SO3
25b : R 2 = OMs; R 3 = OH; R 4 = OH
31 : R 2 = N 3; R 3 = N 3; R 4 = OH; R 5 = NHAc
C
CH3
O
N 3
O 30
R 4
R3
R 2
O
NHAc O
CH 3
23 = β : R2 = OH; R3 = OBz; R4 = OH
24 = α : R 2 = OH; R 3 = OBz; R 4 = OH
25 = β : R 2 = OMs; R 3 = OBz; R 4 = OMs
26 = α : R2 = OMs; R3 = OBz; R4 = OMs
27 = β : R2 = OMs; R3 = OH; R4 = OMs
28 = α : R 2 = OMs; R 3 = OH; R 4 = OMs
33 = α : R 2 = N 3; R 3 = OH; R 4 = N 3
39 = α : R2 = N3; R3 = OH; R4 = OMs
N3
O
HNAc O CH3
O controle utilizado nos testes com fungo e leveduras foi solução aquosa de
anfotericina B, na concentração de 2 mg/mL em água destilada, armazenada sob
refrigeração, no prazo máximo de uma semana. Para os testes de atividade antibacteriana
contra Pseudomonas aeruginosa utilizou-se como controle a solução aquosa de
gentamicina, na concentração de 1 mg/mL. Para as demais bactérias o controle utilizado
foi solução aquosa de cloranfenicol, na concentração de 1 mg/mL. No momento dos testes,
discos de papel foram impregnados com 10 μL da solução controle de anfotericina B,
10 μL da solução controle de gentamicina e 10 μL da solução controle de cloranfenicol. As
substâncias a serem testadas foram utilizadas na concentração de 1 mg/mL do solvente

Teste de atividade anticrobiana 106
adequado e o disco impregnado com 20 μL da solução a ser testada. Como branco foi
utilizado disco impregnado com 20 μL do solvente utilizado para cada substância a ser
testada. Após incubação a 37 o C por vinte e quatro horas (bactérias), setenta e duas horas
(Aspergillus niger) e quarenta e oito horas (leveduras), mediu-se o halo de inibição com
auxílio de paquímetro. Todos os testes foram feitos em triplicata.
Das substâncias testadas, a substância 20 apresentou halo de inibição difuso de
24,31 ± 1,63 mm contra Bacillus subtilis ATCC 6633, em relação ao halo do controle
(disco central) de 22,07 ± 1,82 mm (Figura 5.1). As demais substâncias avaliadas não
apresentaram atividade, na concentração utilizada de 1 mg/mL. As demais das substâncias
sintetizadas (29, 32, 34, 35, 36, 37 e 38) serão submetidas a testes de atividade
antimicrobiana oportunamente.
controle
Figura 5.1 – Foto do halo de inibição de 20 para o Bacillus subtilis em teste de difusão em
agar.
O
O
HO
20
O
HNAc O CH3

6 MATERIAIS E MÉTODOS
6.1 Métodos Gerais
6.1.1 Aparelhagem Utilizada
Materiais e métodos 107
As temperaturas de fusão foram determinadas nos aparelhos Microquímica MQAs
301 (Laboratório de Química Farmacêutica, Fafar, UFMG) e Mettler FP80HT Central
Processos acoplado a aparelho Mettler FP82HT Hot Stoge e a microscópio Olympus CH-2
(Departamento de Química, ICEX, UFMG) e não foram corrigidas.
As leituras de poder rotatório específico, [α]D, foram feitas em polarímetros
ADP220 Bellinghan + Stanley Ltd. ou Perkin Elmer 341, a 20 °C.
Os espectros no infravermelho foram registrados em aparelho Spectrum One, Perkin-
Elmer/ATR.
Os experimentos de RMN foram obtidos com programas de pulso da biblioteca das
estações de trabalho dos espectrômetros. O único parâmetro modificado foi o número de
aquisições ou número de experimentos para os experimentos unidimensionais e
bidimencionais, respectivamente. Nos espectros de RMN de 1 H e 13 C, os deslocamentos
químicos (δ) são expressos em partes por milhão (ppm). Para os espectros de RMN 1 H as
constantes de acoplamentos (J) têm como unidade o Hertz.
Os espectros de RMN de 1 H, de 13 C, subespectro de DEPT e mapas de contornos
COSY, HMQC e HMBC foram registrados em espectrômetros Bruker AVANCE DPX200
ou DRX400. Como referência interna foi utilizada o tetrametilsilano ou o solvente
respectivo para o RMN de 1 H. O processamento dos dados de RMN foi feito com o
programa ACD 6.0, utilizando parâmetros internacionais convencionais configurados no
programa.
A evolução das reações foi acompanhada por cromatografia em camada delgada de
sílica (CCDS), utilizando-se sílica gel 60 G Merck com espessura de camada de 0,25 mm
e, como reveladores, solução de ácido sulfúrico 15 % v/v em etanol ou solução a 0,5 % p/v
de ninidrina em etanol e aquecimento da placa em estufa.
As purificações por cromatografia em coluna de sílica foram realizadas com
silicagel 60, 0,063-0,20 mm (Merck) e silicagel 60, 0,040-0,063 mm (Merck).

6.1.2 Purificação de Solventes e Reagentes
Anidrido acético: destilação com coluna de vigreux.
Materiais e métodos 108
Cloreto de p-toluenossulfonila: solubilizou-se o cloreto de p-toluenossulfonila em
quantidade mínima de clorofórmio. Adicionou-se éter de petróleo (o equivalente a 5 vezes
o volume de clorofórmio utilizado na solubilização do cloreto). Obteve-se uma mistura
viscosa castanha que foi filtrada. Adicionou-se ao filtrado carvão ativo. Filtrou-se
novamente, e concentrou-se o filtrado em evaporador rotatório até reduzir em 80 % o seu
volume. Deixou-se a solução esfriar a temperatura ambiente. Observou-se a formação de
cristais incolores que foram isolados por filtração e, posteriormente, armazenados em lugar
seco ao abrigo da luz (FIESER & FIESER, 1967).
Metanol anidro: refluxou-se com iodo e magnésio metálico durante uma hora,
destilando em seguida. Recolheu-se o destilado em frasco contendo peneira molecular
(4 Å) (VOGEL, 1987).
N,N-Dimetilformamida: destilação anterior ao uso.
6.1.3 Soluções Reveladoras.
etanol.
Solução de ácido sulfúrico: solução a 15 % v/v de ácido sulfúrico concentrado em
Solução de ninidrina: solução a 0,5 % m/v de ninidrina em etanol.
Vapores de iodo.
6.1.4 Método geral para a preparação dos glicosídeos 8 e 9 (TERANISHI, 2002).
HO HO
OH
O
NHAc
6 R = CH 3
7 R = COOCH 3
O
R
HO HO
O
O
S
O
O
NHAc
8 R = CH 3
9 R = COOCH 3
Em um balão de 50 mL foi solubilizado o derivado desprotegido 6 ou 7
(VOCADLO, 2005) em piridina e, em seguida, foi adicionado cloreto de
p-toluenossulfonila, mantendo-se a mistura reagente fechada em freezer até o término da
reação, conforme avaliado por CCDS (eluente: acetato de etila/metanol 3 %; reveladores:
O
CH3
R

Materiais e métodos 109
iodo, solução etanólica de ácido sulfúrico 15 % e aquecimento a 120 °C). A mistura
reagente foi vertida em gelo pilado, com agitação magnética, acidificada (sol. HCl 1:3) até
pH 1, e o material foi extraído com diclorometano (3x40 mL). A fase orgânica foi lavada
com solução aquosa saturada e resfriada de bicarbonato de sódio e, em seguida, com água
destilada resfriada, até pH 7, foi secada com sulfato de sódio anidro e concentrada em
evaporador rotatório. O produto bruto foi purificado por cromatografia em coluna de sílica
(eluente: acetato de etila/hexano 1:1, 2:8, acetato de etila 100 %).
2-Acetamido-2-desoxi-6-O-(4-metilbenzenossulfonil)-β-D-glicopiranosídeo de 4-metilfenila
(8)
Foram obtidos 1,17 g de 8 (2,51 mmol), 62 % de rendimento, a partir de 1,22 g
(3,92 mmol) de 6, 37 mL de piridina e 2,24 g (11,77 mmol) de cloreto de
p-toluenossulfonila, em 48 hs de reação.
F.M.: C22H27NO8S; M.M.: 465 g/mol
Sólido branco. F.F.: 146,7-147,8 °C
(literatura: 143,3-144,5°C, Figueiredo, 2000).
[αααα]D - 17,3 (c 1, MeOH).
IV( v máx/cm -1 ): 3292 (NHest.), 3187-2868 (CHest. arom e alifático), 1655 (C=Oest. amida banda-I e
C=Cest. arom.), 1543 (NHdef. angular amida banda-II), 1510 (C=Cest. arom.), 1339 (S-O2est. assim.), 1228
(C-O-Cest. assim. de éter arom.), 1176 (S-O2est. sim.), 1108-1076 (C-O-Cest. assim. éter e O-C-C e
C-O-C est. assim. açúcar), 971 (S-O-Cest.), 807 (CHdef. angular fora do plano de anel arom. p-substituído).
RMN de 1 H (δ; DMSO-d6; 200 MHz): 7,83 (d; JNH,2 8,8 Hz; N-H); 7,73 (d; J12,13 8,2 Hz;
H-12); 7,36 (d; J13,12 8,2 Hz; H-13); 7,07 (d; J9,8 8,4 Hz; H-9); 6,79 (d; J8,9 8,4 Hz; H-8);
4,91 (d; J1,2 8,3 Hz; H-1); 4,28 (dl; J6b,6a* 10,5 Hz; H-6b); 4,09 (ddl; J6a,6b* 10,5 Hz; J6a,5*
6 Hz; H-6a); 3,68-3,51(m; H-2 ❖ e H-5 ❖ ); 3,37 (tl; J3,2=J3,4 9 Hz; H-3 ❖ ), 3,12 (tl; J4,3=J4,5 *
9 Hz; H-4 ❖ ); 2,36 (s; SO2C6H4CH3 ❖ ); 2,24 (s; C6H4CH3); 1,80 (s; NHCOCH3).
* aproximadamente, ❖ atribuição realizada com auxílio do mapa de contornos COSY.
12
O
13
CH3
14
6a
H S 11
O
6b O
4 H 5 O
HO 2
HO
1 O 7
8
3 NHAc
RMN de 13 C (δ; DMSO-d6; 50 MHz): 169,3 (NHCOCH3); 155,1 (C-7); 144,9 (C-11);
132,1 (C-14); 131,1 (C-10); 130,0 (C-13 ♣ ); 129,7 (C-9 ♣ ); 127,5 (C-12 ♣ ); 116,5 (C-8); 99,1
(C-1); 73,6 (C-3 ♣ ); 73,4 (C-5 ♣ ); 69,8 (C-4 ♣ ); 69,7 (C-6 ≈ ); 55,3 (C-2 ♣ ); 22,0 (NHCOCH3);
8
10
9
CH3

Materiais e métodos 110
21,0 (SO2C6H4CH3 ♣ ); 20,1 (C6H4CH3). ≈ atribuição realizada com auxílio do subespectro de
DEPT-135; ♣ atribuição realizada com auxílio do mapa de contornos HMQC.
2-Acetamido-2-desoxi-6-O-(4-metilbenzenossulfonil)-β-D-glicopiranosídeo de 4-
metoxicarbonilfenila (9)
Foi obtido 0,51 g (0,98 mmol), 77 % de rendimento, a partir de 0,46 g (1,35 mmol) de 7,
17 mL de piridina e 0,9 g (4,73 mmol) de cloreto de p-toluenossulfonila, em 60 hs de
reação.
F.M.: C23H27NO10S; M.M.: 509 g/mol
Sólido branco. F.F.: 168,3-169,2 °C.
[αααα]D - 24,9 (c 1, MeOH).
IV ( v máx/cm -1 ): 3372 (OHest.), 2952, 2889 (CH sp 3 est. alifático), 1714 (C=Oest.), 1648 (C=Oest.
amida banda-I e C=Cest. arom.), 1606 (C=Cest. arom.), 1529 (NHdef. angular amida banda-II), 1508 (C=Cest.
arom.), 1345 (S-O2est. assim.), (1283 (C-C(=O)-Oest. éster arom.), 1231 (C-O-Cest. assim. éter arom.),
1175 (S-O2est. sim.), 1112-1022 (O-C-C e C-O-Cest. assim. açúcar), 961(S-O-Caxial), 768 (CHest. fora
do plano de anel arom. p-substituído).
RMN de 1 H (δ; DMSO-d6; 200MHz,): 7,88 (d; J9,8 8,6 Hz; H-9 ❖ ); 7,90-7,82 (m, NH ❖ ); 7,70
(d; J12,13 8,2 Hz; H-12 ❖
); 7,30 (d; J13,12 8,2 Hz; H-13 ❖
); 7,00 (d; J8,9 8,6 Hz; H-8 ❖
); 5,47 (d;
JOH,4 5,4 Hz; OH ❖
); 5,24 (d; JOH,3 5,5 Hz; OH ❖
); 5,13 (d; J1,2 8,3 Hz; H-1); 4,29 (dl; J6b,6a *
10,6 Hz; H-6b ❖
); 4,13 (dd; J6a,6b 10,6 Hz; J6a,5 6 Hz; H-6a ❖
); 3,82 (s; CH3O); 3,69-3,61 (m;
H-2 ❖
, H-5 ❖
); 3,48-3,37 (m; H-3 ou H-4 ❖
); 3,23-3,12 (m; H-4 ou H-3 ❖
); 2,32 (s;
SO2C6H4CH3); 1,80 (s; NHCOCH3). * aproximadamente; ❖ atribuição realizada com auxílio do mapa
de contornos COSY.
RMN de 13 C (δ; DMSO-d6; 50MHz): 169,4 (NHCOCH3); 165,7 (C6H4COOCH3); 160,6
(C-7); 144,8 (C-11 ♣ ); 132,1 (C-14 ♣ ); 131,0 (C-9 ♣ ); 129,9 (C-13 ♣ ); 127,5 (C-12); 123,3
(C-10); 116,0 (C-8); 97,8 (C-1); 73,5 (C-5 ♣ ; C-3 ♣ ou C-4); 69,7 (C-4 ♣ ou C-3); 69,5
(C-6 ≈ ); 55,1 (C-2 ♣ ); 51,9 (CH3O); 23,0 (NHCOCH3); 21,0 (SO2C6H4CH3). ≈ atribuição
realizada com auxílio do subespectro de DEPT-135; ♣ atribuição realizada com auxílio do mapa de contornos
HMQC.
12
O
13
6a
H S 11
6b O
O
4 H
O
HO 2
HO
1 O
3 NHAc
9
14
7
CH 3
8
10
9
COOCH3

Materiais e métodos 111
6.1.5 Método geral para a preparação dos glicosídeos 10 e 11 (MCDONNELL et al.,
2004).
HO HO
O
O
S
O
O
NHAc
8 R = CH3
O
9 R = COOCH3
CH 3
HO HO
N 3
O
NHAc
R 10 R = CH3
O
11 R = COOCH3
A um balão de 50 mL foi adicionado o derivado tosilado 8 ou 9 (TERANISHI,
2002) e azida de sódio em DMF anidra. O balão foi acoplado a um condensador de refluxo
e a mistura reagente mantida a 60 ºC em banho de óleo, com agitação magnética. Após o
término da reação, observado por CCDS (eluente: acetato de etila/metanol 9:1;
reveladores: iodo, solução etanólica de ácido sulfúrico 15 % e aquecimento a 120 °C), a
mistura reagente foi concentrada por destilação a pressão reduzida. O produto bruto foi
purificado por cromatografia em coluna de sílica (eluente: acetato de etila 100 %, acetato
de etila/metanol 7:3, 6:4).
2-Acetamido-6-azido-2,6-didesoxi-β-D-glicopiranosídeo de 4-metilfenila (10)
Foi obtido 0,36 g (1,07 mmol), 99 % de rendimento, a partir de 0,5 g (1,07 mmol) de 8,
21 mL de DMF anidra e 0,49 g (7,54 mmol) de azida de sódio, em 16 hs de reação.
F.M.: C15H20N4O5; M.M.: 336 g/mol
Sólido branco. F.F.: 242,3-243,7 °C.
[αααα]D - 57,1 (c 1, MeOH).
IV ( v máx/cm -1 ): 3398 (OHest.), 2938, 2879 (CH sp 3 est. alifático), 2099 (N3est.), 1650 (C=Oest.
amida banda-I e C=Cest. arom.), 1526 (NHdef. angular amida banda-II), 1507 (C=Cest. arom), 1219 (C-O-Cest.
assim. de éter arom.), 1115-1015 (O-C-C e C-O-Cest. assim. açúcar), 808 (CHdef. angular fora do plano de anel
arom. p-substituído).
RMN de 1 H (δ; DMSO-d6; 400MHz): 7,84 (d; JNH,2* 8,4 Hz; NH); 7,08 (d; J9,8 8,2 Hz;
H-9); 6,84 (d; J8,9 8,2 Hz; H-8); 5,36 (d; JOH,4 5,5 Hz; OH ❖ ); 5,16 (d; JOH,3 5,6 Hz; OH ❖ );
4,95 (d; J1,2 8,4 Hz; H-1); 3,65 (q; J2,NH=J2,1=J2,3* 8,4 Hz; H-2 ❖ ); 3,51-3,41 (m; H-3 ❖ , H-
5 ❖ , H-6a ❖ e H-6b ❖ ); 3,15 (dt; J4,3=J4,5 8,5 Hz; J4,OH 5,5 Hz; H-4 ❖ ); 2,22 (s; C6H4CH3); 1,81 (s;
NHCOCH3). * aproximadamente; ❖ atribuição realizada com auxílio do mapa de contornos COSY.
R
6a
H
6b
N3
4 H 5
HO 2
HO
O
1 O
3 NHAc
10
7
8
10
9
CH3

Materiais e métodos 112
RMN de 13 C (δ; DMSO-d6; 50MHz): 169,3 (NHCOCH3); 155,2 (C-7); 131,1 (C-10);
129,8 (C-9); 116,5 (C-8); 99,5 (C-1); 75,2 (C-5 ¤ ); 73,5 (C-3 ¤ ); 71,1 (C-4 ♣ ); 55,4 (C-2 ♣ );
51,3 (C-6 ≈ ); 23,0 (NHCOCH3); 23,1 (C6H4CH3). ≈ atribuição realizada com auxílio do subespectro
de DEPT-135; ♣ atribuição realizada com auxílio do mapa de contornos HMQC; ¤ atribuição realizada com
auxílio do mapa de contornos HMBC.
2-Acetamido-6-azido-2,6-didesoxi-β-D-glicopiranosídeo de 4-metoxicarbonilfenila (11)
Foi obtido 0,29 g (0,76 mmol), 76 % de rendimento, a partir de 0,51 g (1,0 mmol) de 9,
21 mL de DMF anidra e 0,46 g (7,07 mmol) de azida de sódio, em 119 hs de reação.
F.M.: C16H20N4O7; M.M.: 380 g/mol
Sólido branco. F.F.: 217,9-218,8°C.
[αααα]D - 77,6 (c 1, MeOH).
IV ( v máx/cm -1 ): 3274 (NHest.), 2954, 2867 (CH sp 3 est. alifático), 2109 (N3est.), 1716 (C=Oest.),
1651 (C=Oest. amida banda-I e C=Cest. arom.), 1607 (C=Cest. arom.), 1540 (NHdef. angular amida banda-II),
1507 (C=Cest. arom.), 1279 (C-C(=O)-Oest. éster arom.), 1238 (C-O-Cest. assim. éter arom.), 1173
(O-C-Cest. sim. éster), 1113-1012 (O-C-C e C-O-Cest. assim. açúcar), 768 (CHdef. angular fora do plano de
anel arom. p-substituído).
6a
H
6b
N3
4 H 5
HO 2
HO
O
1 O
3 NHAc
RMN de 1 H (δ; DMSO-d6; 400MHz): 7,91 (d; J9,8 8,8 Hz; H-9); 7,86 (d; JNH,2* 8,7 Hz;
NH); 7,08 (d; J8,9 8,8 Hz; H-8); 5,42 (d; 5,5 Hz; OH); 5,21 (d; J1,2 8,7 Hz; H-1); 5,20 (d;
5,2 Hz; OH); 3,82 (s; CH3O); 3,74 (ql; J2,NH*=J2,1=J2,3 8,7 Hz; H-2 ❖ ); 3,64 (ddd; J5,4 9,1
Hz; J5,6a 6,7 Hz; J5,6b 2,5 Hz; H-5 ❖ ); 3,52 (ddl; J6a,6b 13,8 Hz; J6b,5* 2,5 Hz; H-6b ❖ ); 3,51-
3,40 (m; H-3 ❖
e H-6a ❖
); 3,20 (dt; J4,3=J4,5 9,1 Hz; J4,OH 5,5 Hz; H-4 ❖
); 1,82 (s; NHCOCH3).
* aproximadamente; ❖ atribuição realizada com auxílio do mapa de contornos COSY.
RMN de 13 C (δ; DMSO-d6; 100MHz): 169,4 (NHCOCH3); 165,7 (C6H4COOCH3); 160,6
(C-7); 131,0 (C-9); 123,2 (C-10); 116,0 (C-8); 98,0 (C-1); 75,3 (C-5 ♣ ); 73,3 (C-3 ♣ ); 70,9
(C-4 ♣ ); 55,1 (C-2 ♣ ); 51,8 (CH3O); 51,1 (C-6 ≈ ); 22,9 (NHCOCH3). ≈ atribuição realizada com
auxílio do subespectro de DEPT-135; ♣ atribuição realizada com auxílio do mapa de contornos HMQC.
6.1.6 Método geral para a preparação dos glicosídeos 12 e 13 (MILKEREIT et al., 2004).
11
7
8
10
9
COOCH3

HO HO
N3
O
NHAc
10 R = CH3
O
11 R = COOCH3
R
HO HO
NH2
O
NHAc
12 R = CH3
O
13 R = COOCH3
Materiais e métodos 113
Em um balão de 25mL de fundo redondo foi adicionado o derivado azido 10 ou 11
(MCDONNELL et al., 2004) e o paládio/carvão (10 %) em metanol anidro. O balão foi
fechado com septo de borracha e mantido sob agitação magnética. Gás nitrogênio foi
introduzido no sistema. Em seguida, introduziu-se gás hidrogênio, permitindo-se a saída do
nitrogênio por agulha de escape. A mistura reagente foi mantida sob atmosfera de
hidrogênio, com agitação magnética. Após o término da reação, observado por CCDS
(eluente: metanol 100 %; reveladores: iodo, solução etanólica de ninidrina 0,5 % p/v,
solução etanólica de ácido sulfúrico 15 % em aquecimento a 120 °C), o catalisador foi
removido por filtração e o filtrado foi concentrado em evaporador rotatório.
2-Acetamido-6-amino-2,6-didesoxi-β-D-glicopiranosídeo de 4-metilfenila (12)
Foi obtido 0,38 g (1,22 mmol), 94 % de rendimento, a partir de 0,44 g (1,32 mmol) de 10,
12 mL de metanol anidro e 0,047 g de Pd/C (10 %), em 15 hs de reação.
F.M.: C15H22N2O5; M.M.: 310 g/mol
Sólido branco. F.F.: 214,8-216,5 °C.
[αααα]D - 1,21 (c 1, MeOH).
IV ( v máx/cm -1 ): 3372, 3288 (NHest.), 2961-2849 (CH sp 3 est. alifático), 1654 (C=Oest. amida banda-I
e C=Cest. arom.), 1542 (NHdef. angular amida banda-II), 1509 (C=Cest. arom.), 1236 (C-O-Cest. assim. de éter
arom.), 1066 (C-Nest.), 1042-1031 (O-C-C e C-O-Cest. assim. açúcar), 818 (CHdef. angular fora do plano de
anel arom. p-substituído).
RMN de 1 H (δ; DMSO-d6; 200MHz): 7,81 (d; JNH,2* 8,3 Hz; N-H); 7,08 (d; J9,8 8,3 Hz;
H-9); 6,83 (d; J8,9 8,3 Hz; H-8); 4,91 (d; J1,2 8,3 Hz; H-1); 3,64 (q; J2,NH=J2,1=J2,3* 8,3 Hz;
H-2); 3,40 (tl; J3,4=J3,2 8,3 Hz; H-3 ❖ ); 3,16-307 (m; H-4 ❖ ; H-5 ❖ ; 2OH); 2,89 (dl; J6b,6a*; 13,1
Hz; H-6b); 2,62 (ddl; J6a,6b* 13,1 Hz; J6a,5* 5,7 Hz; H-6a); 2,22 (s; C6H4CH3); 1,80 (s;
NHCOCH3). * aproximadamente; ❖ atribuição realizada com auxílio do mapa de contornos COSY.
12
R
6a
H
6b
4 H
HO
HO
NH2
5 O
2
1 O
3 NHAc
7
8
10
9
CH3

Materiais e métodos 114
RMN de 13 C (δ; DMSO-d6; 50MHz): 169,2 (NHCOCH3); 155,3 (C-7); 130,8 (C-10);
129,8 (C-9); 116,3 (C-8); 99,4 (C-1); 77,1 (C-5 ¤ ); 73,9 (C-3 ¤ ); 72,0 (C-4 ¤ ); 55,5 (C-2 ¤ );
43,1 (C-6 ¤ ); 23,0 (NHCOCH3); 20,1 (C6H4CH3). ¤ atribuição realizada com auxílio do mapa de
contornos HMBC.
2-Acetamido-6-amino-2,6-didesoxi-β-D-glicopiranosídeo de 4-metoxicarbonilfenila (13)
Foi obtido 0,21 g (0,59 mmol), 98 % de rendimento, a partir de 0,17 g (0,57 mmol) de 11,
7 mL de metanol anidro e 0,015 g de Pd/C (10 %), em 18 hs de reação.
F.M.: C16H22N2O7; M.M.: 354 g/mol
Sólido branco. F.F.: 199,4-200,6 °C.
[αααα]D - 4,9 (c 1, MeOH).
IV ( v máx/cm -1 ): 3268 (NHest.), 2954, 2879 (CHest. arom e alifático), 1716 (C=Cest.), 1649 (C=Oest.
amida banda-I e C=Cest. arom.), 1606 (C=Cest. arom.), 1547 (NHdef. angular amida banda-II), 1508, 1434
(C=Cest. arom.), 1279 (C-C(=O)-Oest. assim. éster arom.), 1239 (C-O-Cest. assim. éter arom.), 1172
(O-C-Cest. sim. éster), 1068 (C-Nest.), 1028 (O-C-C e C-O-Cest. assim. açúcar), 768 (CHdef. angular fora
do plano de anel arom. p-substituído).
RMN de 1 H (δ; DMSO-d6; 200MHz): 7,90 (d; J9,8 8,7 Hz; H-9 e NH); 7,07 (d; J8,9 8,7 Hz;
H-8); 5,12 (d; J1,2 8,4 Hz; H-1); 4,53 (sl, 2OH, NH2); 3,80 (s; CH3O); 3,80-3,65 (qls • ;
J2,1=J2,3=J2,NH* 8,4 Hz; H-2 ❖
); 3,49-3,39 (m; H-3 ❖
e H-5 ❖
); 3,16 (tl; J4,3=J4,5* 8,4 Hz; H-
4 ❖
); 2,99 (ddl; J6b,6a 13,3 Hz; H-6b ❖
); 2,71 (ddl; J6a,6b* 13,3 Hz; J6a,5* 7 Hz; H-6a ❖
); 1,80 (s;
NHCOCH3). * aproximadamente; • quarteto largo sobreposto (H-2); ❖ atribuição realizada com auxílio do
mapa de contornos COSY.
6a
H
6b
4 H
HO
HO
NH2
5 O
2
1 O
3 NHAc
RMN de 13 C (δ; DMSO-d6; 100MHz): 169,4 (NHCOCH3); 165,8 (C6H4COOCH3); 160,9
(C-7); 131,2 (C-9); 123,2 (C-10); 116,0 (C-8); 98,4 (C-1); 76,2 (C-5 ♣ ); 73,6 (C-3 ♣ ); 71,8
(C-4 ♣ ); 55,3 (C-2 ♣ ); 51,9 (CH3O); 42,1 (C-6 ≈ ); 23,0 (NHCOCH3). ≈ atribuição realizada com
auxílio do subespectro de DEPT-135; ♣ atribuição realizada com auxílio do mapa de contornos HMQC.
13
7
8
10
9
COOCH3

Materiais e métodos 115
6.1.7 Método geral para a preparação dos glicosídeos 14 e 15 (adaptado de ONODERA &
KITAOKA, 1960).
HO HO
NH2
O
NHAc
12 R = CH3
O
13 R = COOCH3
R
HO HO
NHAc
O
NHAc
14 R = CH3
O
15 R = COOCH3
A um balão de fundo redondo de 25 mL contendo o derivado amino 12 ou 13
(MILKEREIT et al., 2004) em metanol sob banho de gelo, foi adicionado anidrido acético.
O balão foi tampado com septo de borracha e a mistura de reação mantida sob agitação
magnética em. Após o término da reação, observado por CCDS (eluente: metanol 100 %;
reveladores: iodo, solução etanólica de ninidrina 0,5 % p/v, solução etanólica de ácido
sulfúrico 15 % e aquecimento a 120 °C), adicionou-se solução de metóxido de sódio em
metanol recém preparada, até pH = 10. A mistura reagente foi deixada em agitação por 5
minutos e neutralizada com resina amberlite IRA-120, filtrada a vácuo e concentrada em
evaporador rotatório.
2,6-Diacetamido-2,6-didesoxi-β-D-glicopiranosídeo de 4-metilfenila (14)
Foi obtido 0,63 g (1,8 mmol), 100 % de rendimento, a partir de 0,56 g (1,8 mmol) de 12,
15 mL de metanol e 0,43 mL (4,63 mmol) de anidrido acético, em 20 minutos de reação.
F.M.: C17H24N2O6; M.M.: 352 g/mol
Sólido bege. F.F.: 217,0-218,8 °C.
[αααα]D - 10,3 (c 1, MeOH).
IV ( v máx/cm -1 ): 3433 (OHest.), 3294 (NHest.), 1653 (C=Oest. amida banda-I e C=Cest. arom.), 1615
(C=Oest. amida banda-I e C=Cest. arom.), 1547 (NHdef. angular amida banda-II), 1510 (C=Cest. arom.), 1370
(CH sp 3 def. angular sim.), 1229 (C-O-Cest. assim. de éter arom.), 1073 (C-Nest.), 1051-1015 (O-C-C e
C-O-Cest. assim. açúcar).
RMN de 1 H (δ; DMSO-d6; 200MHz): 7,99 (ta • ; NH ❖ ); 7,92 (d; JNH,2* 8,4 Hz; NH ❖ ); 7,06
(d; J9,8 8,3 Hz; H-9); 6,81 (d; J8,9 8,3 Hz; H-8); 5,69 (sl; OH); 4,82 (d; J1,2 8,4 Hz; H-1);
3,65 (ql; J2,1=J2,3=J2,NH* 8,4 Hz; H-2); 3,50-3,31 (m; H-3 ❖ , H-5, H-6b ♣ e OH); 3,19-3,08
(dds • ; J6a,5 6,5 Hz; H-6a ❖♣ ); 3,04 (tl; J4,3=J4,5* 8,4 Hz; H-4); 2,22 (s; C6H4CH3); 1,83 (s;
NHCOCH3); 1,79 (s; NHCOCH3). * aproximadamente; • tripleto aparente (NH) e dupleto duplo
14
R
6a
H
6b
4 H
HO
HO
NHAc
5
O
2
1 O 7
3 NHAc
8
10
9
CH 3

Materiais e métodos 116
sobreposto (H-6a); ❖ atribuição realizada com auxílio do mapa de contornos COSY; ♣ atribuição realizada
com auxílio do mapa de contornos HMQC.
RMN de 13 C (δ; DMSO-d6; 50MHz): 169,7 (NHCOCH3); 169,2 (NHCOCH3); 155,4
(C-7); 130,8 (C-9); 129,7 (C-10); 116,3 (C-8); 99,6 (C-1); 74,4 (C-3 ou C-5); 73,5 (C-5 ou
C-3); 72,1 (C-4 ♣ ); 55,4 (C-2 ♣ ); 40,2 (C-6 ≈ ); 23,0 (NHCOCH3); 22,5 (NHCOCH3); 20,1
(C6H4CH3). ≈ atribuição realizada com auxílio do subespectro de DEPT-135; ♣ atribuição realizada com
auxílio do mapa de contornos HMQC.
2,6-Diacetamido-2,6-didesoxi-β-D-glicopiranosídeo de 4-metoxicarbonilfenila (15)
Foi obtido 0,16 g (0,40 mmol), 96 % de rendimento, a partir de 0,15 g (0,42 mmol) de 13,
3 mL de metanol e 0,1 mL (1,08 mmol) de anidrido acético, em 20 minutos de reação.
F.M.: C18H24N2O8; M.M.: 396 g/mol
Sólido bege. F.F.: 202,1- 203,1 °C.
[αααα]D - 12,7 (c 1, MeOH).
V ( v máx/cm -1 ): 3276 (NHest.), 2954 (CH sp 3 est. alifático), 1716 (C=Oest.), 1652 (C=Oest. amida
banda-I e C=Cest. arom.), 1607 (C=Oest. amida banda-I e C=Cest. arom.), 1544 (NHdef. angular amida banda-II),
1508, 1433 (C=Cest. arom.), 1371 (CH sp 3 def. angular sim.), 1279 (C-C(=O)-Oest. assim. éster arom.),
1236 (C-O-Cest. assim. de éter arom.), 1071 (C-Nest.), 1044, 1013 (O-C-C e C-O-Cdef. angular assim.
açúcar), 768 (CHdef. angular fora do plano de anel arom. p-substituído).
RMN de 1 H (δ; DMSO-d6; 200MHz): 7,97 (dl; JNH,2=JNH,6a=JNH,6e* 8,4 Hz; 2NH); 7,89 (d;
J9,8 8,7 Hz; H-9); 7,03 (d; J8,9 8,7 Hz; H-8); 5,76 (sl; OH); 5,04 (d; J1,2 8,4 Hz; H-1); 3,81
(s; CH3O); 3,81-3,65 (qls • ; J2,1=J2,3=J2,NH* 8,4 Hz; H-2 ❖ ); 3,48-3,39 (m; H-3 ❖ , H-5, H-6 ♣ e
OH); 3,17-3,02 (m; H-6 ♣ e H-4 ❖ ); 1,82 (s; NHCOCH3); 1,79 (s; NHCOCH3). *
aproximadamente; • quarteto largo sobreposto (H-2); ❖ atribuição realizada com auxílio do mapa de contornos
COSY; ♣ atribuição realizada com auxílio do mapa de contornos HMQC.
6a
H
6b
4 H
HO
HO
NHAc
5
O
2
1 O 7
3 NHAc
RMN de 13 C (δ; DMSO-d6; 50MHz): 169,8 (NHCOCH3); 169,3 (NHCOCH3); 165,8
(C6H4COOCH3); 161,0 (C-7); 131,1 (C-9); 123,1 (C-10); 116,0 (C-8); 98,5 (C-1); 74,6
(C-3 ou C-5); 73,4 (C-5 ou C-3); 71,9 (C-4 ♣ ); 55,2 (C-2 ♣ ); 51,9 (OCH3); 40,1 (C-6 ≈ ); 23,0
15
8
10
9
COOCH3

Materiais e métodos 117
(NHCOCH3); 22,4 (NHCOCH3). ≈ atribuição realizada com auxílio do subespectro de DEPT-135; ♣
atribuição realizada com auxílio do mapa de contornos HMQC.
6.1.8 Método geral para a preparação dos glicosídeos 19 e 20 (ROTH & PIGMAN,
1960).
HO HO
OH
O
NHAc O
6 = β
18 = α
CH3
O
O
HO
19 = β
20 = α
O
HNAc O
A um balão de 50 mL foram adicionados benzaldeído e cloreto de zinco. O sistema
foi protegido da umidade com tubo de cloreto de cálcio. A mistura reagente foi submetida
a agitação magnética vigorosa por cerca de 15 minutos, até a formação de uma pasta
branca. Em seguida, foram adicionados o derivado 6 ou 18 (VOCADLO, 2005) e mais
benzaldeído. A mistura reagente foi mantida sob agitação magnética à temperatura
ambiente até o término da reação, conforme avaliado por CCDS (eluente: acetato de
etila/metanol 5 %; reveladores: iodo, solução etanólica de ácido sulfúrico 15 % e
aquecimento a 120 °C). A mistura reagente foi lavada com água destilada e éter de
petróleo, alternadamente, até a formação de um precipitado branco, o qual foi recolhido
por filtração a vácuo e lavado com pequenas porções, alternadas, de água destilada e éter
de petróleo e transferido para dessecador. F.M.: C22H25NO6; M.M.: 399 g/mol.
2-Acetamido-4,6-O-benzilideno-2-desoxi-β-D-glicopiranosídeo de 4-metilfenila (19)
Foi obtido 0,91 g (2,28 mmol), 89 % de rendimento, a partir de 0,8 g (2,57 mmol) de 6 e
3,4 mL de benzaldeído (3,53 g; 33,32 mmol) em 2,4 mL de benzaldeído (2,496 g;
23,52 mmol) e 1 g (7,33 mmol) de cloreto de zinco. em 18 horas de reação. 6a
Sólido branco. F.F.: 278,5-281,2 °C.
[αααα]D - 25,3 (c 1; DMSO).
IV ( v máx/cm -1 ): 3406 (OHest.), 3276 (NHest.), 3106-2880 (CHest. arom. e alifático), 1639 (C=Oest.
amida banda-I e C=Cest. arom.), 1544 (NHdef. angular amida banda-II), 1508 (C=Cest. arom.), 1369
(CH sp 3 def. angular sim.), 1238 (C-O-Cest. assim. de éter arom.), 1086 (C-O-Cest. assim. éter), 1030, 1008
(O-C-C e C-O-Cest. assim. de açúcar) 811 (CHdef. angular fora do plano de anel arom. p-substituído), 751, 696
(CHdef. angular fora do plano de anel arom. monosubstituído).
19
CH3
14
15
13
12
11
O 4
O
HO
H
6b
H
5 O
2
1 O 7
3
HNAc
8
10
9
CH3

Materiais e métodos 118
RMN de 1 H (δ; DMSO-d6; 200MHz): 7,95 (d; JNH,2 8,0 Hz; NH); 7,53-7,36 (m; C6H5);
7,09 (d; J9,8 8,4 Hz; H-9); 6,88 (d; J8,9 8,4 Hz; H-8); 5,62 (s; H-11); 5,43 (d; JOH,3 4,8 Hz;
OH); 5,12 (d; J1,2 7,7 Hz; H-1); 4,22 (m; H-6 ♣ ); 3,83-3,75 (m; H-2 ❖ ; H-3 ❖ ; H-6 ♣ ); 3,61-3,54
(m; H-4; H-5 ♣ ); 2,23 (s; C6H4CH3); 1,82 (s; NHCOCH3). ❖ atribuição realizada com auxílio do
mapa de contornos COSY; ♣ atribuição realizada com auxílio do mapa de contornos HMQC.
RMN de 13 C (δ; DMSO-d6; 50MHz): 169,3 (NHCOCH3); 155,1 (C-7); 137,7 (C-12);
131,2 (C-10); 129,8 (C-9); 128,90 (C-15); 128,0 (C-13 ♣ ); 126,3 (C-14 ♣ ); 116,5 (C-8);
100,7 (C-11 ♣ ); 99,8 (C-1); 81,0 (C-4 ♣ ); 70,2 (C-3 ♣ ); 67,7 (C-6 ≈ ); 66,0 (C-5 ♣ ); 56,25
(C-2 ♣ ); 23,0 (NHCOCH3); 20,1 (C6H4CH3). ≈ atribuição realizada com auxílio do subespectro de
DEPT-135; ♣ atribuição realizada com auxílio do mapa de contornos HMQC.
2-Acetamido-4,6-O-benzilideno-2-desoxi-α-D-glicopiranosídeo de 4-metilfenila (20)
Foi obtido 0,52 g (1,30 mmol), 81 % de rendimento, a partir de 0,5 g (1,71 mmol) de 18 e
2,16 mL (2,24 g; 21,16 mmol) de benzaldeído em 0,44 mL (0,45 g; 4,31 mmol) de
benzaldeído e 0,65 g (4,76 mmol) de cloreto de
zinco, em 17 horas de reação.
Sólido branco. F.F.: 246,1-247,4 °C.
[αααα]D +150 (c 0,4; DMSO).
IV ( v máx/cm -1 ): 3408 (OHest.), 3284 (NHest.), 3186-2867 (CHest. arom. e alifático), 1631 (C=Oest.
amida banda-I e C=Cest. arom.), 1548 (NHdef. angular amida banda-II), 1509, 1452 (C=Cest. arom.), 1374
(CH sp 3 def. angular sim.), 1225 (C-O-Cest. assim. de éter arom.), 1085 (C-O-Cest. assim. éter), 1029, 1001
(O-C-C e C-O-Cest. assim. açúcar), 817 (CHdef. angular fora do plano de anel arom. p-substituído), 749, 696
(CHdef. angular fora do plano de anel arom. monosubstituído).
RMN de 1 H (δ; DMSO-d6; 200MHz): 8,19 (dl; JNH,2* 7,0 Hz; NH); 7,45-7,38 (m; C6H5);
7,11 (dl; J9,8 7,9 Hz; H-9); 6,95 (dl; J8,9 7,9 Hz; H-8); 5,64 (s; H-11); 5,40-5,37 (sl; H-1;
OH); 4,06-3,57 (m; H-2; H-3; H-4; H-5; H-6a; H-6b); 2,24 (s; C6H4CH3); 1,88 (s;
NHCOCH3). * aproximadamente.
14
15
13
12
11
O 4
O
HO
6a
H
6b
H
5
2
O
1 8 9
3
HNAc
O
7
CH3
10
RMN de 13 C (δ; DMSO-d6; 50MHz): 169,8 (NHCOCH3); 154,5 (C-7); 137,6 (C-12);
131,5 (C-10); 130,0 (C-9); 128,9 (C-15); 128,0 (C-13); 126,4 (C-14); 117,2 (C-8); 100,9
20

Materiais e métodos 119
(C-11); 97,1 (C-1); 81,8 (C-4); 67,9 (C-6); 67,2 (C-3); 63,5 (C-5); 54,2 (C-2); 22,5
(NHCOCH3); 20,2 (C6H4CH3).
6.1.9 Método geral para a preparação dos glicosídeos 21 e 22 (PRADO, 1991).
O
O
HO
19 = β
20 = α
O
HNAc
O
CH3
O
O
C
O
O
O
HNAc
21 = β
22 = α
A um balão de 50 mL foi adicionado o derivado 19 ou 20 (ROTH & PIGMAN,
1960) em piridina anidra sob agitação magnética. O sistema foi protegido da umidade com
tubo de cloreto de cálcio. Em seguida, em banho de gelo, adicionou-se cloreto de benzoíla,
lentamente. Após o término da reação, observado por CCDS (eluente: acetato de
etila/hexano 1:1; reveladores: iodo, solução etanólica de ácido sulfúrico 15 % e
aquecimento a 120 °C), a mistura reagente foi vertida em gelo pilado sob agitação
magnética, acidificada (sol. HCl 1:3) até pH 1 e deixado em repouso por cerca de 2 horas.
O material precipitado foi recolhido por filtração à vácuo, lavado com água destilada e
secada no dessecador. F.M.: C29H28NO7; M.M.: 502 g/mol.
2-Acetamido-4,6-O-benzilideno-3-O-benzoil-2-desoxi-β-D-glicopiranosídeo de 4-
metilfenila (21)
Foram obtidos 1,26 g (2,51 mmol), 100 % rendimento, a partir de 1 g (2,51 mmol) de 19,
15 mL de piridina anidra a 0 °C e 0,9 mL (1,09 g; 6,96 mmol) de cloreto de benzoila, em
4 hs de reação.
Sólido branco. F.F.: 296,1-297,4 °C.
[αααα]D - 26,63 (c 1; CHCl3).
IV ( v máx/cm -1 ): 3275 (NHest.), 3096-2882 (CHest. arom. e alifático), 1726 (C=Oest.), 1668 (C=Oest.
amida banda-I e C=Cest. arom.), 1558 (NHdef. angular amida banda-II), 1510, 1451 (C=Cest. arom.), 1270
(C-C(=O)-Oest. assim. éster arom.), 1230 (C-O-Cest. assim. éter), 1178 (O-C-Cest. assim. éster), 1091-1013
(O-C-C e C-O-Cest. assim. açúcar), 815 (CHdef. angular fora do plano de anel arom. p-substituído), 706, 698
(CHdef. angular fora do plano de anel arom. monosubstituído).
14
15
19
O
6a
H
13 11
12
17
O 4
O
O
6b
H
5
2
O
1 O
18 16
C
3
HNAc
O
21
7
8
CH3
10
9
CH3

Materiais e métodos 120
RMN de 1 H (δ; DMSO-d6; 200MHz): 8,20 (d; JNH,2 9,2 Hz; NH); 7,94 (dl; J17,18* 7,5 Hz;
H-17); 7,65 (tl; J19,18* 7,5 Hz; H-19); 7,52 (tl; J18,17*=J18,19* 7,5 Hz; H-18); 7,33 (s; C6H5);
7,11 (d; J9,8 8,4 Hz; H-9); 6,94 (d; J8,9 8,4 Hz; H-8); 5,67 (s; H-11); 5,50 (t; J3,2=J3,4 9,7 Hz;
H-3 ❖
); 5,38 (d; J1,2 8,4 Hz; H-1); 4,32-4,18 (m; H-2; H-6 ❖
); 4,02 (tl; J4,3=J4,5* 9,7 Hz; H-
4); 3,88-3,81 (m; H-5; H-6 ❖
); 2,24 (s; C6H4CH3); 1,68 (s; NHCOCH3). * aproximadamente; ❖
atribuição realizada com auxílio do mapa de contornos COSY.
RMN de 13 C (δ; DMSO-d6; 50MHz): 169,4 (NHCOCH3); 165,3 (COC6H5); 154,8 (C-7);
137,2 (C-12); 133,5 (C-19 ♣ ); 131,6 (C-10); 129,9 (C-9 ♣ ); 129,3 (C-17 ♣ ); 129,3 (C-16 ♣ );
128,9 (C-15 ♣ ); 128,7 (C-18 ♣ ); 128,1 (C-13 ♣ ); 126,0 (C-14 ♣ ); 116,6 (C-8 ♣ ); 100,3 (C-11 ♣ );
99,1 (C-1); 78,1 (C-4 ♣ ); 72,5 (C-3 ♣ ); 67,6 (C-6 ≈ ); 65,80 (C-5 ♣ ); 53,7 (C-2 ♣ ); 22,6
(NHCOCH3); 20,1 (C6H4CH3). ≈ atribuição realizada com auxílio do subespectro de DEPT-135; ♣
atribuição realizada com auxílio do mapa de contornos HMQC.
2-Acetamido-4,6-O-benzilideno-3-O-benzoil-2-desoxi-α-D-glicopiranosídeo de 4-
metilfenila (22)
Foram obtidos 1,96 g (3,90 mmol), 99 % rendimento, a partir de 1,57 g (3,93 mmol) de 20,
23 mL de piridina anidra a 0 °C e 1,27 mL (1,54 g; 9,84 mmol) de cloreto de benzoila, em
24 hs de reação.
Sólido branco. F.F.: 194,2-196,7 °C.
[αααα]D + 53 (c 1; CHCl3).
IV ( v máx/cm -1 ): 3280 (NHest.), 3067-2876 (CHest. arom. e alifático), 1727 (C=Oest.), 1664, 1644
(C=Oest. amida banda-I e C=Cest. arom.), 1541 (NHdef. angular amida banda-II), 1509, 1450 (C=Cest. arom.),
1372 (CH sp 3 def. angular sim.), 1266 (C-C(=O)-Oest. assim. éster arom.), 1092 (C-O-Cest. assim. éter),
1027-966 (O-C-C e C-O-Cest. assim. açúcar), 814 (CHdef. angular fora do plano de anel arom. p-substituído),
705, 696 (CHdef. angular fora do plano de anel arom. monosubstituído).
6a
H
14
15
13 11
12
O 4
O
17 O
18 16
C
19
O
3
6b
H
5 O
2
1
HNAc
O
22
7
8 9
CH3 10
RMN de 1 H (δ; CDCl3; 200MHz): 8,04 (dl; J17,18* 7,0 Hz; H-17); 7,55 (tl; J19,18* 7,0 Hz;
H-19); 7,46-7,24 (m; H-18 e C6H5); 7,11 (d; J9,8 8,5 Hz; H-9); 6,96 (d; J8,9 8,5 Hz; H-8);
6,18 (d; JNH,2 9,3 Hz; NH); 5,81 (t; J3,2=J3,4* 9,3 Hz; H-3 ❖ ); 5,89 (d; J1,2 3,5 Hz; H-1); 5,56
(s; H-11); 4,69 (dtl; J2,NH=J2,3* 9,3 Hz; J2,1* 3,5 Hz; H-2); 4,24 (dd; J6b,6a 9,6 Hz; J6b,5

Materiais e métodos 121
4,6 Hz; H-6b ❖
); 4,11 (dd; J5,4* 9,3 Hz; J5,6b* 4,6 Hz; H-5 ❖
); 3,97 (t; J4,3=J4,5 9,3 Hz; H-4 ❖
);
3,78 (t; J6a,5=J6a,6b 9,6 Hz; H-6a ❖
) 2,30 (s; C6H4CH3); 1,85 (s; NHCOCH3).
* aproximadamente; ❖ atribuição realizada com auxílio do mapa de contornos COSY.
RMN de 13 C (δ; CDCl3; 50MHz): 170,4 (NHCOCH3); 167,2 (COC6H5); 154,0 (C-7);
137,0 (C-12); 133,5 (C-19 ♣ ); 132,6 (C-10); 130,3 (C-9 ♣ ); 130,0 (C-17 ♣ ); 129,5 (C-16 ♣ );
129,2 (C-15 ♣ ); 128,6 (C-18 ♣ ); 128,3 (C-13 ♣ ); 126,3 (C-14 ♣ ); 116,6 (C-8 ♣ ); 101,7 (C-11 ♣ );
96,8 (C-1); 79,4 (C-4 ♣ ); 70,7 (C-3 ♣ ); 68,9 (C-6 ≈ ); 63,8 (C-5 ♣ ); 52,8 (C-2 ♣ ); 23,2
(NHCOCH3); 20,7 (C6H4CH3). ≈ atribuição realizada com auxílio do subespectro de DEPT-135; ♣
atribuição realizada com auxílio do mapa de contornos HMQC.
6.1.10 Método para a preparação dos glicosídeos 23 e 24 (HILL et al., 1968).
O
O
C
O
O
O
HNAc
21 = β
22 = α
O
CH 3
- Método para a preparação do glicosídeo 23:
HO
O
C
O
OH
O
HNAc
23 = β
24 = α
A um balão de 250 mL de fundo redondo foram adicionados o derivado benzoilado
21 (PRADO, 1991) e paládio/carvão (10 %) em metanol anidro. O balão foi fechado com
septo de borracha e a mistura mantida sob agitação magnética. Gás nitrogênio foi
introduzido no sistema. Em seguida, introduziu-se gás hidrogênio, permitindo-se a saída do
nitrogênio por agulha de escape. A mistura reagente foi mantida sob atmosfera de
hidrogênio, com agitação magnética. Após o término da reação, observado por CCDS
(eluente: acetato de etila/hexano 1:1; reveladores: iodo, solução etanólica de ácido
sulfúrico 15 % em aquecimento a 120 °C), o catalisador foi removido por filtração e o
filtrado foi concentrado em evaporador rotatório.
- Método para a preparação do glicosídeo 24 (HILL et al., 1968).
Em um recipiente acoplado ao hidrogenador foram adicionados o derivado
benzoilado 22 (PRADO, 1991) e paládio/carvão (10 %) em metanol anidro. Em seguida, o
recipiente foi fechado com uma rolha e adaptado a agitação mecânica do hidrogenador.
O
CH3

Materiais e métodos 122
Gás nitrogênio foi introduzido no sistema. Logo após, introduziu-se gás hidrogênio, após o
escape do gás nitrogênio pelo hidrogenador. A mistura reagente foi mantida sob atmosfera
de hidrogênio à 15 torr, com agitação mecânica. Após o término da reação, observado por
CCDS (eluente: acetato de etila/hexano 1:1; reveladores: iodo, solução etanólica de ácido
sulfúrico 15 % em aquecimento a 120 °C), o catalisador foi removido por filtração e o
filtrado foi concentrado em evaporador rotatório. F.M.: C22H25NO7; M.M.: 415 g/mol.
2-Acetamido-3-O-benzoil-2-desoxi-β-D-glicopiranosídeo de 4-metilfenila (23)
Foram obtidos 1,24 g (2,99 mmol), 100 % de rendimento, a partir de 1,5 g (2,99 mmol) de
21, 150 mL de metanol anidro e 0,36 g de Pd/C (10 %), em 24 hs de reação.
Sólido branco. F.F.: 190,3-192,5 °C.
[αααα]D + 50 (c 1; CH3OH).
IV ( v máx/cm -1 ): 3393 (OHest.), 3274 (NHest.), 3064-2862 (CHest. arom. e alifático), 1724
(C=Oest.), 1654 (C=Oest. amida banda-I e C=Cest. arom.), 1539 (NHdef. angular amida banda-II), 1507, 1450
(C=Cest. arom.), 1283, 1267 (C-C(=O)-Oest. assim. éster arom.), 1219 (C-O-Cest. assim. éter arom.), 1119-
1026 (O-C-C e C-O-Cest. assim. açúcar), 714 (CHdef. angular fora do plano de anel arom. monosubstituído).
RMN de 1 H (δ; DMSO-d6; 200MHz): 8,04 (d; JNH,2 9,2 Hz; NH); 7,96 (d; J12,13 7,3 Hz;
H-12); 7,65 (tl; J14,13* 7,3 Hz; H-14); 7,52 (tl; J13,12=J13,14* 7,3 Hz; H-13); 7,10 (d; J9,8
8,2 Hz; H-9); 6,91 (d; J8,9 8,2 Hz; H-8); 5,50 (sl; OH ❖ ); 5,23 (d; J1,2 8,3 Hz; H-1); 5,18
(tas • ; H-3 ❖
); 4,75 (sl; OH ❖
); 4,05 (qa • ; H-2); 3,78-3,38 (m; H-4; H-5; H-6a e H-6b); 2,24 (s;
C6H4CH3); 1,65 (s; NHCOCH3). * aproximadamente; • tripleto aparente sobreposto (H-3) e quarteto
aparente (H-2); ❖ atribuição realizada com auxílio do mapa de contornos COSY.
RMN de 13 C (δ; DMSO-d6; 50MHz): 169,1 (NHCOCH3); 165,5 (COC6H5); 155,2 (C-7);
133,1 (C-14); 131,1 (C-10); 130,0 (C-11); 129,7 (C-9); 129,3 (C-12 ♣ ); 128,5 (C-13 ♣ );
116,5 (C-8); 98,7 (C-1); 76,8 (C-5 ♣ ); 76,6 (C-3 ♣ ); 67,8 (C-4 ♣ ); 60,3 (C-6 ≈ ); 53,4 (C-2);
22,6 (NHCOCH3); 20,1 (C6H4CH3). ≈ atribuição realizada com auxílio do subespectro de DEPT-135;
♣ atribuição realizada com auxílio do mapa de contornos HMQC.
13
14
12
6a
H
6b OH
4 H
5 O
HO
2
O
1 O
11
C
3
HNAc
O
23
7
8
10
9
CH3

2-Acetamido-3-O-benzoil-2-desoxi-α-D-glicopiranosídeo de 4-metilfenila (24)
Materiais e métodos 123
Foi obtido 0,29 g (0,70 mmol), 100 % de rendimento, a partir de 0,35 g (0,70 mmol) de 22,
34 mL de metanol anidro e 0,083 g de Pd/C (10 %), em 8 hs de reação.
Sólido branco. F.F.: 76,7-77,1 °C.
[αααα]D + 132 (c 1; CH3OH).
IV ( v máx/cm -1 ): 3290 (OHest.), 3186-2926 (CHest. arom. e alifático), 1706 (C=Oest.), 1657 (C=Oest.
amida banda-I e C=Cest. arom.), 1543 (NHdef. angular amida banda-II), 1508, 1450 (C=Cest. arom.), 1372
(CH sp 3 def. angular sim.), 1268 (C-C(=O)-Oest. éster arom.), 1221 (C-O-Cest. assim. éter arom.), 1115-
1025 (O-C-C e C-O-Cest. assim.), 816 (CHdef. angular fora do plano de anel arom. p-substituído), 709 (CHdef.
angular fora do plano de anel arom. monosubstituído).
RMN de 1 H (δ; DMSO-d6; 200MHz): 8,10 (d; JNH,2 9,3 Hz; NH); 7,96 (dl; J12,13* 7,5 Hz;
H-12); 7,65 (tl; J14,13* 7,5 Hz; H-14); 7,52 (tl; J13,12*=J13,14* 7,5 Hz; H-13); 7,16-7,06 (m;
H-8; H-9); 5,51-5,42 (ms • ; H-3); 5,50 (d; JOH,4 6,0 Hz; OH ❖ ); 5,36 (d; J1,2 3,2 Hz; H-1);
4,68 (tl; JOH,6* 5,5 Hz; OH); 4,36 (dts • ; J2,NH=J2,3* 9,3 Hz ;J2,1* 3,2 Hz; H-2); 3,72-3,61
(m; H-4; H-5; H-6a e H-6e); 2,25 (s; C6H4CH3); 1,72 (s; NHCOCH3). * aproximadamente;
• multipleto sobreposto (H-3) e dupleto triplo sobreposto (H-2); ❖ atribuição realizada com auxílio do mapa de
contornos COSY.
RMN de 13 C (δ; DMSO-d6; 50MHz): 169,8 (NHCOCH3); 165,6 (COC6H5); 154,6 (C-7);
133,1 (C-14); 131,5 (C-10); 130,1 (C-11); 129,8 (C-9); 129,2 (C-12); 128,6 (C-13); 117,5
(C-8); 97,2 (C-1); 74,2 (C-3 ou C-5); 73,6 (C-5 ou C-3); 67,9 (C-4); 60,1 (C-6 ≈ ); 51,2
(C-2); 22,2 (NHCOCH3); 20,22 (C6H4CH3). ≈ atribuição realizada com auxílio do subespectro de
DEPT-135.
6.1.11 Método geral para a preparação dos glicosídeos 25 e 26 (ALI et al., 1968).
HO
O
C
O
OH
O
HNAc
23 = β
24 = α
O
CH3
14
13
MsO
O
C
O
12
6a
H
6b
4 H
HO
O
11 3
C
O
OH
5 O
2
1
HNAc 7
O
24
8 9
CH3
10
OMs
O
HNAc
25 = β
26 = α
O
CH3

Materiais e métodos 124
Em um balão de 25 mL contendo uma mistura do derivado desprotegido 23 ou 24
(Hill et al., 1968) em piridina a 0 °C, protegida da umidade, foi adicionado cloreto de
metanossulfonila. A mistura reagente foi mantida a 0 °C sob agitação magnética até o
término da reação, conforme avaliado por CCDS (eluente: acetato de etila/hexano 1:1;
reveladores: iodo, solução etanólica de ácido sulfúrico 15 % e aquecimento a 120 °C). A
mistura reagente foi vertida em gelo pilado sob agitação magnética e acidificada (sol.
HCl 1:3) até pH 1.
F.M.: C24H29NO11S2; M.M.: 571,2 g/mol
2-Acetamido-3-O-benzoil-2-desoxi-4,6-di-O-metanossulfonil-β-D-glicopiranosídeo de 4-
metilfenila (25)
Após a acidificação conforme descrito no item anterior, o material foi extraído com
clorofórmio (3x40 mL). A fase orgânica foi lavada com solução saturada e resfriada de
bicarbonato de sódio e, em seguida, com água destilada resfriada, até pH 7, seca com
sulfato de sódio e concentrada em evaporador rotatório. O produto bruto da reação foi
recristalizado em álcool isopropílico a quente. Foram obtidos 2,09 g (3,66 mmol), 78 % de
rendimento, a partir de 1,95 g (4,70 mmol) de 23, 15,5 mL de piridina a 0 °C e 0,66 mL
(0,98 g; 8,56 mmol) de cloreto de mesila, em 20 minutos de reação.
Sólido branco. F.F.: 168,6-169,7 °C.
[αααα]D + 4,23 (c 1; CHCl3).
IV ( v máx/cm -1 ): 3307 (NHest.), 3036-2806 (CHest. arom. e alifático), 1733 (C=Oest.), 1668 (C=Oest.
amida banda-I e C=Cest. arom.), 1511 (C=Cest. arom.), 1365 (CH sp 3 def. angular sim.), 1344 (S-O2est.
assim.), 1272 (C-C(=O)-Oest. assim. éster arom.), 1224 (C-O-Cest. assim. éter arom.), 1180 (S-O2est. sim.),
1070-943 (O-C-C e C-O-Cest. assim. açúcar), 712 (CHdef. angular fora do plano de anel arom. monosubstituído).
RMN de 1 H (δ; DMSO-d6; 200MHz): 8,20 (d; JNH,2 9,0 Hz; NH); 7,97 (d; J12,13* 7,5 Hz;
H-12); 7,66 (tl; J14,13* 7,5 Hz; H-14); 7,52 (t; J13,12=J13,14* 7,5 Hz; H-13); 7,12 (d; J9,8
8,3 Hz; H-9); 6,94 (d; J8,9 8,3 Hz; H-8); 5,57 (t; J3,2=J3,4 9,7 Hz; H-3 ❖ ); 5,43 (d; J1,2 8,3 Hz;
H-1); 4,93 (t; J4,3=J4,5* 9,7 Hz; H-4 ❖ ); 4,54-4,32 (m; H-5 ❖ ; H-6a; H-6b); 4,27-4,12 (qa • ; H-
2 ❖ ); 3,15 (s; SO2CH3); 3,13 (s; SO2CH3); 2,24 (s; C6H4CH3); 1,66 (s; NHCOCH3). *
aproximadamente; • quarteto aparente (H-2); ❖ atribuição realizada com auxílio do mapa de contornos COSY.
13
14
12
6a
H
6b OMs
4 H
5 O
MsO
2
O
1 O
11
C
3
HNAc
O
25
7
8
10
9
CH3

Materiais e métodos 125
RMN de 13 C (δ; DMSO-d6; 50MHz): 169,6 (NHCOCH3); 165,2 (COC6H5); 154,7 (C-7 ¤ );
133,5 (C-14 ♣ ); 131,8 (C-10 ♣ ); 129,9 (C-9 ♣ ); 129,5 (C-12 ♣ ); 129,2 (C-11); 128,6 (C-13 ♣ );
116,6 (C-8 ♣ ); 98,0 (C-1 ♣ ); 74,1 (C-4 ♣ ); 72,6 (C-3 ♣ ); 70,5 (C-5 ♣ ); 67,7 (C-6 ≈ ); 53,5 (C-2 ♣ );
38,2 (SO2CH3 ≈ ); 37,0 (SO2CH3); 22,6 (NHCOCH3); 20,2 (C6H4CH3). ≈ atribuição realizada
com auxílio do subespectro de DEPT-135; ♣ atribuição realizada com auxílio do mapa de contornos HMQC;
¤ atribuição realizada com auxílio do mapa de contornos HMBC.
2-Acetamido-3-O-benzoil-2-desoxi-4,6-di-O-metanossulfonil-α-D-glicopiranosídeo de 4-
metilfenila (26)
Após acidificação conforme descrito no item anterior, a mistura foi deixada em repouso e o
precipitado formado foi recolhido por filtração, lavado com água destilada, seca com
sulfato de sódio e deixado no dessecador. Foram obtidos 1,3 g (2,27 mmol), 87 % de
rendimento a partir de 1,08 g (2,60 mmol) de 24, 13,5 mL de piridina a 0 °C e 1 mL de
cloreto de mesila (1,48 g; 12,92 mmol), em 6 hs de reação.
Sólido branco. F.F.: 112,8-113,8 °C.
[αααα]D + 108 (c 1; CHCl3).
IV ( v máx/cm -1 ): 3293 (NHest.), 3032-2852 (CHest. arom. e alifático), 1721 (C=Oest.), 1661 (C=Oest.
amida banda-I e C=Cest. arom.), 1538 (NHdef. angular amida banda-II), 1508 (C=Cest. arom.), 1350 (S-O2est.
assim.), 1265 (C-C(=O)-Oest. assim. éster arom.), 1217 (C-O-Cest. assim. éter arom.), 1174 (S-O2est. sim.),
1117-998 (O-C-C e C-O-Cest. assim. açúcar), 950 (S-O-Cest.), 815 (CHdef. angular fora do plano de anel
arom. p-substituído), 710 (CHdef. angular fora do plano de anel arom. monosubstituído).
RMN de 1 H (δ; DMSO-d6; 200MHz): 8,29 (dl; JNH,2* 9,4 Hz; NH); 7,97 (dl; J12,13*
7,5 Hz; H-12); 7,66 (tl; J14,13* 7,5 Hz; H-14); 7,53 (t; J13,12=J13,14* 7,5 Hz; H-13); 7,19-7,09
(sl; H-8; H-9); 5,67 (t; J3,2=J3,4* 9,4 Hz; H-3 ❖ ); 5,55 (d; J1,2 3,1 Hz; H-1); 5,04 (t; J4,3=J4,5
9,4 Hz; H-4 ❖ ); 4,60 (dts • ; J2,NH=J2,3* 9,4 Hz; J2,1* 3,1 Hz; H-2); 4,42-4,29 (m; H-5 ❖ ; H6a;
H-6b); 3,17 (s; SO2CH3); 3,14 (s; SO2CH3); 2,26 (s; C6H4CH3); 1,71 (s; NHCOCH3).
* aproximadamente; • dupleto triplo sobreposto (H-2); ❖ atribuição realizada com auxílio do mapa de
contornos COSY.
13
14
12
6a
H
6b OMs
4 H
5 O
MsO
2
O
1 8 9
11
C
O
3 HNAc 7
O
26
CH3 10

Materiais e métodos 126
RMN de 13 C (δ; DMSO-d6; 50MHz): 169,9 (NHCOCH3); 165,3 (COC6H5); 153,9 (C-7);
133,4 (C-14); 132,1 (C-10); 129,9 (C-11); 129,4 (C-9); 129,2 (C-12); 128,6 (C-13); 117,6
(C-8); 96,5 (C-1); 73,9 (C-4 ♣ ); 70,6 (C-3 ♣ ); 67,8 (C-5 ♣ ); 67,5 (C-6 ≈ ); 50,7 (C-2); 38,2
(SO2CH3 ≈ ); 37,0 (SO2CH3); 22,1 (NHCOCH3); 20,1 (C6H4CH3). ≈ atribuição realizada com
auxílio do subespectro de DEPT-135; ♣ atribuição realizada com auxílio do mapa de contornos HMQC.
6.1.12 Método geral para a preparação dos glicosídeos 27 e 28.
MsO
O
C
O
OMs
O
HNAc
25 = β
26 = α
O
CH3
MsO
HO
OMs
27 = β
28 = α
O
HNAc O
a) A partir de hidrazina monohidratada (98%) em metanol (LI & WANG, 2004).
A um balão de 50 mL foram adicionados o derivado 25 ou 26 (ALI et al., 1968) e
hidrazina monohidratada (98 %) em metanol. A mistura foi mantida sob agitação
magnética a temperatura ambiente até o término da reação, conforme avaliado por CCDS
(eluente: acetato de etila/metanol 10 %; reveladores: iodo, solução etanólica de ácido
sulfúrico 15 % e aquecimento a 120 °C). A mistura reagente foi vertida em cápsula e
secada ao ar. F.M.: C17H25NO10S2; M.M.: 467,2 g/mol
2-Acetamido-2-desoxi-4,6-di-O-metanossulfonil-β-D-glicopiranosídeo de 4-metilfenila
(27)
O produto bruto da reação acima descrita foi purificado por cromatografia em coluna de
sílica (eluente: acetato de etila 100 %). Foi obtido 0,061 g (0,13 mmol), 74 % de
rendimento, a partir de 0,1 g (0,17 mmol) de 25, 2 mL (2,023 g; 40,46 mmol) de hidrazina
monohidratada (98 %) e 16 mL de metanol, em 25 hs de reação.
Sólido branco. F.F.: 167,02-168,20 °C.
[αααα]D - 20,7 (c 2; DMSO).
IV ( v máx/cm -1 ): 3593 (OHest.), 3310 (NHest. amida), 3038, 2939 (CHest. arom. e alifático), 1658
(C=Oest. amida banda-I e C=Cest. arom.), 1535 (NHdef. angular amida banda-II), 1510 (C=Cest. arom.), 1337
CH3
6a
H
6b
4 H
MsO
HO
OMs
5 O
2
1 O
3
HNAc
27
7
8
10
9
CH3

Materiais e métodos 127
(S-O2est. assim.), 1225 (C-O-Cest. assim. éter), 1178 (S-O2est. sim.), 1101-983 (O-C-C e C-O-Cest.
assim. açúcar), 962 (S-O-Cest.), 812 (CHdef. angular fora do plano de anel arom. p-substituído).
RMN de 1 H (δ; DMSO-d6; 400MHz): 7,99 (d; JNH,2 8,4 Hz; NH); 7,10 (d; J9,8 8,4 Hz;
H-9); 6,88 (d; J8,9 8,4 Hz; H-8); 5,88 (d; JOH,3 6,4 Hz; OH); 5,15 (d; J1,2 8,0 Hz; H-1); 4,42
(dd; J6b,6a 11,4 Hz; J6b,5 2,0 Hz; H-6b); 4,37 (tl; J4,3=J4,5* 9,8 Hz; H-4 ❖
); 4,28 (dd; J6a,6b 11,4
Hz; J6a,5 5,7 Hz; H-6a); 4,08 (ddd; J5,4 9,8 Hz; J5,6a 5,7 Hz; J5,6b 2,0 Hz; H-5); 3,86-3,72 (m;
H-2 ❖
; H-3 ❖
); 3,29 (s; SO2CH3); 3,10 (s; SO2CH3); 2,24 (s, C6H4CH3); 1,83 (s; NHCOCH3).
* aproximadamente; ❖ atribuição realizada com auxílio do mapa de contornos COSY.
RMN de 13 C (δ; DMSO-d6; 100MHz): 169,5 (NHCOCH3); 154,8 (C-7); 131,3 (C-10);
129,7 (C-9); 116,3 (C-8); 98,4 (C-1); 78,8 (C-4 ♣ ); 70,8 (C-3 ♣ ); 70,5 (C-5 ♣ ); 67,8 (C-6 ≈ );
55,6 (C-2); 38,6 (SO2CH3 ≈ ); 36,7 (SO2CH3); 22,8 (NHCOCH3); 20,0 (C6H4CH3).
≈ atribuição realizada com auxílio do subespectro de DEPT-135; ♣ atribuição realizada com auxílio do mapa
de contornos HMQC.
2-Acetamido-2-desoxi-4,6-di-O-metanossulfonil-α-D-glicopiranosídeo de 4-metilfenila
(28)
Foi obtido 0,43 g (0,92 mmol), 88 % de rendimento, a partir de 0,6 g (1,05 mmol) de 26,
12 mL (12,14 g; 242,8 mmol) de hidrazina monohidratada (98 %) e 99 mL de metanol, em
5 hs de reação.
Sólido branco. F.F.: 138,7-139,4 °C.
[αααα]D +144 (c 1; CH3OH).
IV ( v máx/cm -1 ): 3579 (OHest.), 3322 (NHest.), 3039-2939 (CHest. arom. e alifático), 1652 (C=Oest.
amida banda-I e C=Cest. arom.), 1533 (NHdef. angular amida banda-II), 1511 (C=Cest. arom.), 1332 (S-O2est.
assim.), 1221 (C-O-Cest. assim.), 1176 (S-O2est. sim.), 1032-965 (O-C-C e C-O-Cest. assim. açúcar),
953 (S-O-Cest.).
6a
H
6b
4 H
MsO
HO
OMs
5
O
2
1 8 9
3
HNAc
O
7
CH3
10
RMN de 1 H (δ; DMSO-d6; 200MHz): 8,19 (d; JNH,2 7,6 Hz; NH); 7,12 (d; J9,8 8,4 Hz;
H-9); 6,98 (d; J8,9 8,4 Hz; H-8); 5,75 (d; JOH,3 7,0 Hz; OH); 5,39 (d; J1,2 3,0 Hz; H-1); 4,48
(tl; J4,3*=J4,5* 9,1 Hz; H-4 ❖ ); 4,37-4,24 (m; H-6a ❖ ; H-6b ❖ ); 4,12-3,92 (m; H-2 ❖ ; H-3 ❖ ; H-
28

Materiais e métodos 128
5 ❖
); 3,31 (s; SO2CH3); 3,10 (s; SO2CH3); 2,24 (s; C6H4CH3); 1,88 (s; NHCOCH3). *
aproximadamente; ❖ atribuição realizada com auxílio do mapa de contornos COSY.
RMN de 13 C (δ; DMSO-d6; 50MHz): 169,9 (NHCOCH3); 154,3 (C-7); 131,9 (C-10);
129,9 (C-9); 117,6 (C-8); 96,5 (C-1); 79,0 (C-4); 68,2 (C-3 ♣ ); 67,8 (C-5 ♣ ); 67,7 (C-6 ≈ );
53,4 (C-2); 38,6 (SO2CH3 ≈ ); 36,8 (SO2CH3); 22,5 (NHCOCH3); 20,2 (C6H4CH3).
≈ atribuição realizada com auxílio do subespectro de DEPT-135; ♣ atribuição realizada com auxílio do mapa
de contornos HMQC.
b) Tentativa de obtenção de 27 e 28 pela reação de 25 e 26 com metóxido de sódio em
metanol (HORNER & RICHARDSON, 1971).
MsO BzO
OMs
O
HNAc
25 = β
26 = α
O CH3
série
β
série
α
HO
OMs
O
AcO H 3NCH 3SO 3
MsO
HO
25a
28
OMs
O CH 3
O
HNAc O CH3
HO
HO
HO
OMs
O
HNAc
25b
OMs
26a
O
O CH 3
AcO H3N O CH3
CH3SO3
CH3SO3H
A uma solução de metóxido de sódio em metanol, preparada pela adição de sódio
metálico em metanol anidro, foi adicionado, com refrigeramento em banho de gelo, o
derivado 25 ou 26 (ALI et al., 1968), sob agitação magnética, sendo o sistema protegido da
umidade com tubo de cloreto de cálcio. Após o término da reação, conforme avaliado por
CCDS (eluente: acetato de etila/metanol 10 %; reveladores: iodo, solução etanólica de
ácido sulfúrico 15 % e aquecimento a 120 °C), foi realizada a neutralização do excesso de
metóxido de sódio com resina ácida IRA-120, sob agitação e banho de gelo. A mistura
reagente foi filtrada e concentrada sob vácuo, em evaporador rotatório à temperatura
ambiente.
3-O-Acetil-2-metanossulfato de amônio-2-desoxi-6-O-metanossulfonil-β-D-
gulopiranosídeo de 4-metilfenila (25a)
Foi obtido 0,041 g (0,08 mmol), 98 % de rendimento, a partir de 0,05g (0,08 mmol) de 25,
12 mL de uma solução de metóxido de sódio/metanol, em 1 h de reação.
F.M.: C17H27NO11S2; M.M.: 485,2 g/mol
Sólido branco. F.F.: 145,3-150,2 °C (decomposição).
[αααα]D - 27 (c 1; CH3OH).
IV ( v máx/cm -1 ): 3403 (OHest.), 3200-2081 (NH3 + est. e
6a
H
OH OMs
4
H
6b 5 O
2
1 O 7
3
H3NCH3SO3
OAc
25a
8
10
9
CH3

Materiais e métodos 129
bandas de combinação e harmônicas), 1724 (C=Oest. éster), 1605 (NHest. sais de amina), 1509 (C=Cest. arom. e
NHaxial sais de amina), 1355 (S-O2est. assim.), 1172 (S-O2est. sim.), 1046 (O-C-C e C-O-Cest. assim.
açúcar).
RMN de 1 H (δ; DMSO-d6; 200MHz): 8,46 (sl; NH3); 7,17-6,92 (qa • ; H-8; H-9); 6,04 (dl;
JOH,4 5,2 Hz; OH ❖
); 5,34 (d; J1,2 8,5; H-1); 5,11 (sl; H-3 ❖
); 4,40-4,22 (m; H-5 ❖
; H-6a ❖
; H6b ❖
);
3,81 (sl; H-4 ❖ ); 3,71-3,67 (dda • ; H-2 ❖ ); 3,11 (s; SO2CH3); 2,35 (s; SO3CH3); 2,26 (s;
C6H4CH3); 2,11 (s; OCOCH3). • quarteto aparente (H-8; H-9) e dupleto duplo aparente (H-2); ❖
atribuição realizada com auxílio do mapa de contornos COSY.
RMN de 13 C (δ; DMSO-d6; 50MHz): 169,4 (OCOCH3 ♠ ); 154,2 (C-7); 132,0 (C-10); 129,7
(C-9); 116,9 (C-8); 96,2 (C-1); 72,1 (C-5 ♣ ); 70,7 (C-3 ♣ ); 69,2 (C-6 ≈ ); 63,9 (C-4 ♣ ); 48,4
(C-2); 39,6 (SO3CH3 ♣ ); 36,7 (SO2CH3 ♣ ); 20,7 (NH3 + CH3SO3 - ); 20,1 (C6H4CH3). ≈
atribuição realizada com auxílio do subespectro de DEPT-135; ♣ atribuição realizada com
auxílio do mapa de contornos HMQC; ♠ atribuição inequívoca da posição da carbonila realizada com o
auxílio do mapa de contornos HMBC.
2-Acetamido-2-desoxi-6-O-metanossulfonil-β-D-gulopiranosídeo de 4-metilfenila (25b)
Foi obtido quantitativamente, por migração do grupo acetila de 25a em uma tentativa de
purificação de uma amostra impura deste por cromatografia em coluna de sílica (eluente:
acetato de etila/hexano 6:4), durante a evaporação do solvente.
F.M.: C16H23NO8S; M.M.: 389,1 g/mol
Sólido branco. F.F.: 144,5-146,0 °C.
[αααα]D - 46,5 (c 0,43; DMSO).
6a
H
OH OMs
4
H6b
5 O
2
1 O
3
OH
HNAc
IV ( v máx/cm -1 ): 3555 (OHest.), 3318 (NHest.), 2921, 2854 (CHest. alifático), 1652 (C=Oest. amida
banda-I e C=Cest. arom.), 1546 (NHdef. angular amida banda-II), 1512 (C=Cest. arom.), 1340 (S-O2est. assim.),
1226 (C-O-Cest. assim. éter arom.), 1175 (S-O2est. sim.), 1090-1023 (O-C-C e C-O-Cest. assim. açúcar).
RMN de 1 H (δ; CDCl3; DMSO-d6 e CDCL3; 400MHz): 7,05 (d; J9,8* 8,4 Hz; H-9); 7,0 (d;
JNH,2 9,1 Hz; NH); 6,89 (d; J8,9 8,4 Hz; H-8); 5,26 (d; J1,2 8,6 Hz; H-1); 4,51-4,47 (m;
H-2 ❖ ; H-6 ❖♣ ); 4,39-4,34 (m; H-5; H-6 ❖♣ ); 4,04 (ta • ; H-3 ❖ ); 3,73 (dl; J4,3 3,2 Hz; H-4 ❖ ); 2,89
(s; SO2CH3); 2,27 (s; C6H4CH3); 2,0 (s; NHCOCH3). * aproximadamente; • tripleto aparente (H-
25b
7
8
10
9
CH3

Materiais e métodos 130
3); ❖ atribuição realizada com auxílio do mapa de contornos COSY; ♣ atribuição realizada com auxílio do
mapa de contornos HMQC.
RMN de 13 C (δ; CDCl3; DMSO-d6 e CDCL3; 100MHz): 170,4 (NHCOCH3); 155,3 (C-7);
131,6 (C-10); 129,7 (C-9); 116,4 (C-8); 97,9 (C-1); 71,6 (C-5 ♣ ); 71,1 (C-3 ♣ ); 70,2 (C-6 ≈ );
68,6 (C-4 ♣ ); 49,7 (C-2 ♣ ); 37,1 (SO2CH3); 23,2 (NHCOCH3); 20,4 (C6H4CH3). ≈ atribuição
realizada com auxílio do subespectro de DEPT-135; ♣ atribuição realizada com auxílio do mapa de contornos
HMQC.
2-Acetamido-2-desoxi-4,6-di-O-metanossulfonil-α-D-glicopiranosídeo de 4-metilfenila
(28) e 3-O-acetil-2-metanossulfato de amônio-2-desoxi-6-O-metanossulfonil-α-D-
gulopiranosídeo de 4-metilfenila (26a)
Utilizando-se o procedimento descrito à página 109, seguindo-se purificação por CCDS
(acetato de etila) foi obtido 28 (0,06 g; 0,13 mmol), 46 % de rendimento a partir de 0,05 g
(0,087 mmol) de 26, 12 mL de uma solução de metóxido de sódio em metanol, em 0,3 h de
reação. O produto secundário foi 26a isolado, contaminado com 28, com rendimento de
cerca de 6%.
6.1.13 Método geral para a preparação dos glicosídeos 29-39 (MCDONNELL et al.,
2004).
MsO
O
OMs
O
X
C AcNH
O 25: X = R1; 26: X = R3 MsO
HO
OMs
O
AcNH
27: X = R 1;
28: X = R 3
X
NaN 3
DMF
NaN3
DMF
NaN3
DMF
NaN 3
DMF
HO
OH
N3
N 3
O
C
O
N3
O
C
O
N3 O
N3
O
AcNH
29: X = R 1
N3
O
AcNH
X
30: X = R 3
X
AcNH
N3
31: X = R1
N3
O
AcNH
X
32: X = R 3
N3
HO
X
R1 = β
R3 =
α
N3
O
AcNH X
33: X = R 3
O
O
OH
N3
N3
O
CH3
CH3
AcNH X
34: X = R 3

Materiais e métodos 131
A um balão de fundo redondo foram adicionados o derivado dimesilado benzoilado
25 ou 26 (ALI et al., 1968) ou o derivado dimesilado 27 ou 28 (LI & WANG, 2004) e
azida de sódio em DMF anidra. O balão foi acoplado a um condensador de refluxo e a
mistura reagente mantida em banho de óleo, com agitação magnética. Após o término da
reação, observado por CCDS, a mistura reagente foi concentrada por ventilação. Os
produtos brutos foram purificados por cromatografia em coluna de sílica.
2-Acetamido-3-O-benzoil-4,6-diazido-2,4,6-tridesoxi-β-D-galactopiranosídeo de 4-
metilfenila (29)
O produto bruto de reação descrita acima a partir de 25 foi purificado em CCDS (eluente:
acetato de etila 100 %). Foi obtido, como sólido branco, 0,036 g (0,08 mmol) de 29, 29 %
de rendimento, a partir de 0,15 g (0,26 mmol) de 25, 6 mL de DMF anidra a 70 °C e 0,34 g
(5,23 mmol) de azida de sódio, em 11 dias de reação (eluente CCDS: acetato de
etila/metanol 5 %; reveladores: iodo, solução etanólica de ácido sulfúrico 15 % e
aquecimento a 120 °C). O derivado 35, produto de hidrólise de 29, foi isolado por
recromatografia em CCDS (eluente: acetato de etila/hexano 4:6) e obtido em 0,037 g
(0,10 mmol) com 39 % de rendimento.
F.M.: C22H23N7O5; M.M.: 465 g/mol
F.F.: 78,8-79,9 °C.
[αααα]D - 101,6 (c 1; CHCl3).
IV ( v máx/cm -1 ): 3284 (NHest.), 3074-2861 (CHest. arom. e alifático), 2100 (N3est.), 1718 (C=Oest.),
1654 (C=Oest. amida banda-I e C=Cest. arom.), 1544 (NHdef. angular amida banda-II), 1508, 1452 (C=Cest.
arom.), 1268 (C-C(=O)-Oest. assim. éster arom.), 1227 (C-O-Cest. éter arom.), 1093-953 (O-C-C e
C-O-Cest. assim. açúcar), 707 (CHdef. angular fora do plano de anel arom. monosubstituído).
RMN de 1 H (δ; CDCl3; 400MHz): 8,10 (dl; J12,13* 7,5 Hz; H-12); 7,62 (tl; J14,13* 7,5 Hz;
H-14); 7,48 (tl; J13,12*=J13,14* 7,5 Hz; H-13); 7,05 (d; J9,8 8,4 Hz; H-9); 6,90 (d; J8,9 8,4 Hz;
H-8); 5,84 (dd; J3,2 11,1 Hz; J3,4 3,5 Hz; H-3 ❖
); 5,84-5,80 (sls • ; NH ❖
); 5,34 (d; J1,2 8,3 Hz;
H-1); 4,38-4,31 (m; H-2); 4,16 (dl; J4,3* 3,5 Hz; H-4 ❖ ); 3,92 (tl; J5,6a 7,1 Hz; J5,6b 6,0 Hz; H-
5 ❖ ); 3,70 (dd; J6a,6b 12,6 Hz; J6a,5 7,1 Hz; H-6a); 3,43 (dd; J6b,6a* 12,6 Hz; J6b,5* 6,0 Hz; H-
6b); 2,28 (s, C6H4CH3); 1,87 (s; NHCOCH3). * aproximadamente; • simpleto largo sobreposto
(NH); ❖ atribuição realizada com auxílio do mapa de contornos COSY.
13
14
6a
H
N3 N3
H
4 6b 5 O
12 O
2
1 O
11
C
3
HNAc
O
29
7
8
10
9
CH3

Materiais e métodos 132
RMN de 13 C (δ; CDCl3; 100MHz): 170,7 (NHCOCH3); 166,0 (COC6H5); 154,9 (C-7 ¤ );
133,9 (C-14 ♣ ); 132,7 (C-10 ¤ ); 130,1 (C-12 ♣ ); 130,0 (C-9 ♣ ); 128,7 (C-13 ♣ ); 128,4 (C-11 ♣ );
117,2 (C-8 ♣ ); 99,5 (C-1); 72,1 (C-5 ou C-3 ♣ ); 72,0 (C-3 ou C-5 ♣ ); 60,3 (C-4 ♣ ); 52,2 (C-2);
51,2 (C-6 ≈ ); 23,3 (NHCOCH3); 20,6 (C6H4CH3). ≈ atribuição realizada com auxílio do subespectro
de DEPT-135; ♣ atribuição realizada com auxílio do mapa de contornos HMQC; ¤ atribuição realizada com
auxílio do mapa de contornos HMBC.
2-Acetamido-4,6-diazido-2,4,6-tridesoxi-β-D-galactopiranosídeo de 4-metilfenila (35)
F.M.: C15H19N7O4; M.M.: 361 g/mol
Sólido branco. F.F.: 156,8-159,2 °C.
[αααα]D - 90,2 (c 0,43; CH3OH).
IV ( v máx/cm -1 ): 3274 (NHest. e OHest.), 3189-2871 (CHest. arom. e alifático), 2117 (N3est.), 2104
(N3est.), 1651 (C=Oest. amida banda-I e C=Cest. arom.), 1550 (NHdef. angular amida banda-II), 1509 (C=Cest.
arom.), 1224 (C-O-Cest. assim. éter arom.), 1112-1039 (O-C-C e C-O-Cest. assim. açúcar).
RMN de 1 H (δ; DMSO-d6; 400MHz): 7,83 (d; JNH,2 8,8 Hz; NH); 7,08 (d; J9,8 8,4 Hz;
H-9); 6,84 (d; J8,9 8,4 Hz; H-8); 5,73 (d; JOH,3 4,0 Hz; OH); 4,95 (d; J1,2 8,4 Hz; H-1); 4,01-
3,96 (m; H-3 ❖
; H-4 ❖
); 3,92-3,84 (m; H-5 ❖
; H-2 ❖
); 3,55 (dd, J6a,6b 12,9 Hz; J6a,5 8,5 Hz; H-
6a ❖
); 3,39 (dd; J6b,6a 12,9 Hz; J6b,5 4,1 Hz; H-6b ❖
); 2,23 (s, C6H4CH3); 1,83 (s; NHCOCH3).
❖ atribuição realizada com auxílio do mapa de contornos COSY.
RMN de 13 C (δ; DMSO-d6; 100MHz): 169,5 (NHCOCH3); 155,1 (C-7); 131,1 (C-10);
129,6 (C-9); 116,4 (C-8); 99,4 (C-1); 71,6 (C-5 ♣ ); 70,4 (C-3 ♣ ); 62,4 (C-4 ♣ ); 52,1 (C-2 ♣ );
51,2 (C-6 ≈ ); 22,9 (NHCOCH3); 20,0 (C6H4CH3). ≈ atribuição realizada com auxílio do subespectro
de DEPT-135; ♣ atribuição realizada com auxílio do mapa de contornos HMQC.
2-Acetamido-3-O-benzoil-4,6-diazido-2,4,6-tridesoxi-α-D-galactopiranosídeo de 4-
metilfenila (30)
6a
H
N3 N3 H
4 6b 5 O
HO
2
1 O
3
HNAc
O produto bruto de reação acima descrita (p. 130 e 131) a partir de 26 foi submetido a
CCDS-sílicagel 60 (0,04-0,063mm) (eluente: tolueno/etanol 0,5 %). Foi obtido, como
sólido branco, 0,055 g (0,12 mmol) de 30, 45 % de rendimento, a partir de 0,15 g (0,26
mmol) de 26, 6 mL de DMF anidra a 90 °C e 0,34 g (5,23 mmol) de azida de sódio, em
24 hs de reação (eluente CCDS: tolueno/etanol 5 %; reveladores: iodo, solução etanólica
35
7
8
10
9
CH3

Materiais e métodos 133
de ácido sulfúrico 15 % e aquecimento a 120 °C). Os derivados 36 (0,04 g; 0,08 mmol;
29 % de rendimento) e 37 (0,008 g; 0,018 mmol; 7 % de rendimento) também foram
isolados.
F.M.: C22H23N7O5; M.M.: 465 g/mol
F.F.: 119,0-121,4 °C.
[αααα]D + 37,7 (c 1; CHCl3).
IV ( v máx/cm -1 ): 3304 (NHest.), 3033-3856 (CHest. arom. e alifático), 2116 (N3est.), 2097 (N3est.),
1721 (C=Oest.), 1652 (C=Oest. amida banda-I e C=Cest. arom.), 1541 (NHdef. angular amida banda-II), 1508,
1452 (C=Cest. arom.), 1260 (C-C(=O)-Oest. éster arom.), 1219 (C-O-Cest. assim. éter arom.), 1108-1015
(O-C-C e C-O-Cest. assim. açúcar), 709 (CHdef. angular fora do plano de anel arom. monosubstituído).
RMN de 1 H (δ; CDCl3; 200MHz): 8,10 (dl; J12,13* 7,6 Hz; H-12); 7,61 (tl; J14,13* 7,6 Hz;
H-14); 7,47 (tl; J13,12=J13,14* 7,6 Hz; H-13); 7,12 (d; J9,8 8,5 Hz; H-9); 6,96 (d; J8,9 8,5 Hz;
H-8); 5,96 (dl; JNH,2* 9,6 Hz; NH); 5,74 (dd; J3,2 11,2 Hz; J3,4 3,2 Hz; H-3 ❖
); 5,54 (d; J1,2
3,5 Hz; H-1); 4,97 (ddds • ; J2,3* 11,2 Hz; J2,NH* 9,6 Hz; J2,1* 3,5 Hz; H-2); 4,20-4,14 (m;
H-4 ❖
e H-5 ❖
); 3,58 (dd; J6a,6b 12,5 Hz; J6a,5 7,2 Hz; H-6a); 3,31 (dd; J6b,6a 12,5 Hz; J6b,5 6,1
Hz; H-6b); 2,30 (s; C6H4CH3); 1,88 (s; NHCOCH3). * aproximadamente; • duplo dupleto duplo
sobreposto (H-2); ❖ atribuição realizada com auxílio do mapa de contornos COSY.
RMN de 13 C (δ; CDCl3; 50MHz): 170,2 (NHCOCH3); 166,8 (COC6H5); 154,0 (C-7);
134,0 (C-14); 132,8 (C-10); 130,4 (C-9); 130,3 (C-12); 128,8 (C-13); 128,6 (C-11); 116,50
(C-8); 96,7 (C-1); 71,2 (C-5 ou C-3); 68,8 (C-3 ou C-5); 61,0 (C-4); 51,3 (C-6 ≈ ); 48,2
(C-2); 23,3 (NHCOCH3); 20,7 (C6H4CH3). ≈ atribuição realizada com auxílio do
subespectro de DEPT-135.
2-Acetamido-6-azido-3-O-benzoil-2,6-didesoxi-4-O-metanossulfonil-α-D-glicopiranosídeo
de 4-metilfenila (36)
F.M.: C23H26N4O8S; M.M.: 518,1 g/mol
Sólido branco. F.F.: 109,6-111,4 °C.
[αααα]D + 100,2 (c 1; CHCl3).
6a
N3 N3
4 6b 5
2
H
H
IV ( v máx/cm -1 ): 3297-3032 (CHest. arom.), 2938 (CH sp 3 est. alifático), 2100 (N3est.), 1718
(C=Oest.), 1654 (C=Oest. amida banda-I e C=Cest. arom.), 1509 (C=Cest. arom.), 1345 (S-O2est. assim.),
13
14
14
13
12
11
C
O
O
3
O
1
8 9
HNAc 7
O CH3
30
12
6a
H
6b
4 H
MsO
O
N3
5
2
O
1 8 9
11
C
O
3
HNAc
O
36
7
CH3
10
10

Materiais e métodos 134
1269 (C-C-(=O)-Oest. assim. éster arom.), 1219 (C-O-Cest. assim. éter arom.), 1174 (S-O2est. sim.), 1113-
1013 (O-C-C e C-O-Cest. assim. açúcar), 948 (S-O-Cest.), 815 (CHdef. angular fora do plano de anel arom.
p-substituído), 709 (CHdef. angular fora do plano de anel arom. monosubstutuído).
RMN de 1 H (δ; CDCl3; 200MHz): 8,10 (dl; J12,13* 7,2 Hz; H-12); 7,62 (tl; J14,13* 7,2 Hz;
H-14); 7,48 (t; J13,12=J13,14* 7,2 Hz; H-13); 7,15 (d; J9,8 8,5 Hz; H-9); 7,0 (d; J8,9 8,5 Hz;
H-8); 6,0 (d; JNH,2* 9,3 Hz; NH); 5,80 (tl; J3,2=J3,4* 9,6 Hz; H-3 ❖
); 5,60 (d; J1,2 3,4 Hz;
H-1); 5,02 (t; J4,3=J4,5 9,6 Hz; H-4 ❖ ); 4,69 (ddds • ; J2,3* 9,6 Hz; J2,NH* 9,3 Hz; J2,1 3,4 Hz; H-
2); 4,20-4,12 (m; H-5); 3,57-3,54 (m; H-6a ❖
e H-6b ❖
); 2,86 (s; SO2CH3); 2,33 (s; C6H4CH3);
1,85 (s; NHCOCH3). * aproximadamente; • dupletoduplo sobreposto (H-2); ❖ atribuição realizada com
auxílio do mapa de contornos COSY.
RMN de 13 C, subespectro de DEPT-135 (δ; CDCl3; 50MHz): 134,2 (C-14); 130,5 (C-9);
130,2 (C-12); 128,9 (C-13); 116,3 (C-8); 95,8 (C-1); 75,4 (C-4); 71,0 (C-3 ou C-5); 69,9
(C-5 ou C-3); 52,3 (C-2); 50,7 (C-6); 39,0 (SO2CH3); 23,2 (NHCOCH3); 20,7 (C6H4CH3).
2-Acetamido-6-azido-3-O-benzoil-2,6-didesoxi-α-D-glicopiranosídeo de 4-metilfenila (37)
F.M.: C22H23N4O6; M.M.: 439 g/mol
Óleo bege.
[αααα]D + 81,81 (c 1,1; CHCl3).
IV ( v máx/cm -1 ): 3288 (OHest.), 2925, 2856 (CHest. arom. e alifático), 2099 (N3est.), 1718 (C=Oest.),
1655 (C=Oest. amida banda-I e C=Cest. arom.), 1508, 1450 (C=Cest. arom.), 1267 (C-C(=O)-Oest. éster
arom.), 1218 (C-O-Cest. assim. éter arom.), 1114-1026 (O-C-C e C-O-Cest. assim. açúcar), 816 (CHdef.
angular fora do plano de anel arom. p-substituído), 709 (CHdef. angular fora do plano de anel arom. monosubstituído).
RMN de 1 H (δ; CDCl3; 400MHz): 8,06 (d; J12,13* 7,6 Hz; H-12); 7,61 (tl; J14,13* 7,6 Hz;
H-14); 7,47 (t; J13,12=J13,14* 7,6 Hz; H-13); 5,91 (d; JNH,2* 9,4 Hz; NH); 5,56 (d; J1,2 3,5
Hz; H-1); 5,49 (dd; J3,2 10,7 Hz; J3,4 8,7 Hz; H-3 ❖ ); 4,67-4,61 (ddds • ; J2,3 10,7 Hz; J2,NH*
9,4 Hz; J2,1* 3,5 Hz; H-2); 4,03-3,93 (m; H-5 ❖ ; H-4 ❖ ); 3,56-3,48 (m; H-6a ❖ ; H-6b ❖ ); 2,32
(C6H4CH3); 1,87 (NHCOCH3). * aproximadamente; • duplo dupleto duplo sobreposto (H-2); ❖
atribuição realizada com auxílio do mapa de contornos COSY.
14
13
12
6a
H
6b
4 H
HO
O
N3
5
2
O
1 8 9
11
C
O
3 HNAc
O
7
10
CH3
37

Materiais e métodos 135
RMN de 13 C (δ; CDCl3; 100MHz): 170,1 (NHCOCH3); 68,1 (COC6H5); 153,7 (C-7);
133,8 (C-14); 132,5 (C-10); 130,2 (C-9 ♣ ); 130,0 (C-12 ♣ ); 128,9 (C-11); 128,6 (C-13 ♣ );
116,1 (C-8 ♣ ); 96,0 (C-1); 75,0 (C-3 ♣ ); 71,9 (C-5 ♣ ); 69,7 (C-4 ♣ ); 51,5 (C-2); 51,1 (C-6 ≈ );
23,1 (NHCOCH3); 20,5 (C6H4CH3). ≈ atribuição realizada com auxílio do subespectro de DEPT-135;
♣ atribuição realizada com auxílio do mapa de contornos HMQC.
2-Acetamido-3,6-diazido-2,3,6-tridesoxi-β-D-gulopiranosídeo de 4-metilfenila (31)
O produto bruto de reação acima descrita (p. 110 e 111) a partir de 27 foi submetido a
CCDS-sílicagel 60 (0,063-0,20 mm) (eluente: acetato de etila/hexano 1:1; 6:4 e acetato
100 %). Foi obtido 0,087 g (0,24 mmol), 75 % de rendimento, a partir de 0,15 g (0,32
mmol) de 27, 7,5 mL de DMF anidra a 100 °C e 0,42 g (6,46 mmol) de azida de sódio, em
7 hs de reação (eluente CCDS: acetato de etila/hexano 8:2; reveladores: iodo, solução
etanólica de ácido sulfúrico 15 % e aquecimento a 120 °C).
F.M.: C15H19N7O4; M.M.: 361 g/mol
Sólido bege. F.F.: 49,8-50,6 °C.
[αααα]D - 114,18 (c 1,1; CHCl3).
IV ( v máx/cm -1 ): 3281 (OHest.), 3073, 2923 (CHest. arom. e alifático), 2097 (N3est.), 1655 (C=Oest.
amida banda-I e C=Cest. arom.), 1508 (C=Cest. arom.), 1219 (C-O-Cest. assim. éter arom.), 1128-1042
(O-C-C e C-O-Cest. assim. açúcar), 816 (CHdef. angular fora do plano de anel arom. p-substituído).
RMN de 1 H (δ; DMSO-d6; 400MHz): 8,31 (d; JNH,2* 8,7 Hz; NH); 7,10 (d; J9,8 8,4 Hz;
H-9); 6,92 (d; J8,9 8,4 Hz; H-8); 5,71 (d; JOH,4 5,4 Hz; OH); 5,14 (d; J1,2 8,7 Hz; H-1); 4,34
(dt; J2,NH=J2,1* 8,7 Hz; J2,3* 3,5 Hz; H-2); 4,09 (t; J3,2=J3,4 3,5 Hz; H-3 ❖ ); 3,92 (ddl; J5,6a*
8,5 Hz; J5,4* 4,0 Hz; H-5 ♣ ); 3,61 (tl; J4,5* 4,0 Hz; J4,3* 3,5 Hz; H-4 ❖ ); 3,52-3,47 (m;
H-6a ❖♣ ); 3,33 (dd; J6b-,6a 13,0 Hz; J6b,5 4,0 Hz; H-6b ❖♣ ); 2,24 (s, C6H4CH3); 1,87 (s;
NHCOCH3). * aproximadamente; ❖ atribuição realizada com auxílio do mapa de contornos COSY; ♣
atribuição realizada com auxílio do mapa de contornos HMQC.
RMN de 13 C (δ; DMSO-d6; 100MHz): 169,9 (NHCOCH3); 155,2 (C-7); 131,6 (C-10);
130,1 (C-9); 116,9 (C-8); 97,3 (C-1); 73,0 (C-5 ♣ ); 72,7 (C-6 ≈♣ ); 66,7 (C-4 ♣ ); 64,2 (C-3 ♣ );
48,8 (C-2); 22,8 (NHCOCH3); 20,6 (C6H4CH3). ≈ atribuição realizada com auxílio do subespectro
de DEPT-135; ♣ atribuição realizada com auxílio do mapa de contornos HMQC.
6a
H
OH N3
H6b
4 5 O
2
3
N3
HNAc
31
1
O
7
8
10
9
CH3

Materiais e métodos 136
2-Acetamido-4,6-diazido-2,4,6-tridesoxi-α-D-galactopiranosídeo de 4-metilfenila (32)
O produto bruto de reação a partir de 28 foi submetido a CCDS-sílicagel 60 (0,04-
0,063 mm), sob pressão (eluente: tolueno/etanol 2 %) e a recromatografia em CCDS-
sílicagel 60 (0,04-0,063mm), sob pressão (eluente: tolueno/etanol 1 %). Foi obtido 0,048 g
(0,13 mmol), 31 % de rendimento de 32 e 0,051 g (0,14 mmol), 33 % de rendimento de 33
por recromatografia. Foi também obtido 0,011 g (0,30 mmol), 7 % de rendimento do
derivado 34, 0,012 g (0,036 mmol) com 8 % de rendimento de 38 e 0,0021 g
(0,0051 mmol) com 1,2 % de rendimento de 39, a partir de 0,2 g (0,43 mmol) de 28,
10 mL de DMF anidra a 80 °C e 0,6 g (9,23 mmol) de azida de sódio por 133 hs, por
cromatografia do bruto de reação de 28.
F.M.: C15H19N7O4; M.M.: 361 g/mol
Sólido branco. F.F.: 129,7-130,5.
[αααα]D + 47,95 (c 0,49; CHCl3).
IV ( v máx/cm -1 ): 3314 (NHest.), 2924, 2855 (CH sp 3 est. alifático), 2123 (N3est.), 2093 (N3est.),
1627 (C=Oest. amida banda-I e C=Cest. arom.), 1547 (NHdef. angular amida banda-II), 1508 (C=Cest. arom.),
1116-1015 (O-C-C e C-O-Cest. assim. açúcar).
RMN de 1 H (δ; CDCl3; 400MHz): 7,13 (d; J9,8 8,0 Hz; H-9); 6,95 (d; J8,9 8,0 Hz; H-8);
5,97 (dl; JNH,2 8,4 Hz; NH); 5,48 (d; J1,2 3,7 Hz; H-1); 4,54-4,49 (m; H-2 ❖ ); 4,21 (dd; J3,2
10,6 Hz; J3,4 3,6 Hz; H-3 ❖ ); 4,03-3,99 (tl; J5,6a* 7,7 Hz; J5,6b* 5,5 Hz; H-5 ❖ ); 3,91 (dl; J4,3*
3,6 Hz; H-4 ❖
); 3,58 (dd; J6a,6b 12,6 Hz; J6a,5 7,7 Hz; H-6a); 3,29 (dd; J6b,6a 12,6 Hz; J6b,5 5,5
Hz; H-6b); 2,31 (s; C6H4CH3); 2,09 (s; NHCOCH3). * aproximadamente; ❖ atribuição realizada
com auxílio do mapa de contornos COSY.
RMN de 13 C (δ; CDCl3; 100MHz): 173,0 (NHCOCH3); 153,4 (C-7); 132,8 (C-10); 130,3
(C-9); 116,1 (C-8); 95,8 (C-1); 72,0 (C-3 ♣ ); 68,9 (C-5 ♣ ); 62,5 (C-4 ♣ ); 51,5 (C-6 ≈ ); 50,8
(C-2 ♣ ); 23,2 (NHCOCH3); 20,5 (C6H4CH3). ≈ atribuição realizada com auxílio do subespectro de
DEPT-135; ♣ atribuição realizada com auxílio do mapa de contornos HMQC.
6a
H
N3 N3
H6b
5
4 O
2
HO
1 8 9
3
HNAc 7
O CH3
10
32

Materiais e métodos 137
2-Acetamido-2,4,6-tridesoxi-4,6-diazido-α-D-glicopiranosídeo de 4-metilfenila (33)
F.M.: C15H19N7O4; M.M.: 361 g/mol
Sólido branco. F.F.: 131,4-132,9 °C.
[αααα]D + 122,6 (c 0,52; CHCl3).
IV ( v máx/cm -1 ): 3306 (NHest.), 2921 (CH sp 3 est. alifático), 2123 (N3est.), 2091 (N3est.), 1623
(C=Oest. amida banda-I e C=Cest. arom.), 1548 (NHdef. angular amida banda-II), 1508 (C=Cest. arom.), 1208
(C-O-Cest. éter arom.), 1116-1014(O-C-C e C-O-Cest. assim. açúcar).
RMN de 1 H (δ; C5D5N; 200MHz): 9,30 (d; JNH,2 8,6 Hz; NH); 7,09 (s; H-8; H-9); 6,0 (d;
J1,2 3,4 Hz; H-1); 5,07-5,96 (m; H-2 ❖
); 4,61 (tl; J3,2=J3,4* 8,4 Hz; H-3 ❖
); 4,13-3,92 (m; H-
5 ❖
); 4,02 (t; J4,3=J4,5 8,4 Hz; H-4 ❖
); 3,59 (d; J6a,5=J6b,5 3,7 Hz; H-6a ❖
; H-6b ❖
); 2,18 (s,
C6H4CH3); 2,10 (s; NHCOCH3). * aproximadamente; ❖ atribuição realizada com auxílio do mapa de
contornos COSY.
RMN de 13 C, subespectro de DEPT-135 (δ; C5D5N; 50MHz): 130,8 (C-9); 117,6 (C-8);
98,0 (C-1); 71,9 (C-3); 71,4 (C-5); 65,6 (C-4); 55,3 (C-2); 52,7 (C-6 ≈ ); 23,4 (NHCOCH3);
20,8 (C6H4CH3). ≈ atribuição realizada com auxílio do subespectro de DEPT-135.
2-Acetamido-3,6-diazido-2,3,6-tridesoxi-α-D-gulopiranosídeo de 4-metilfenila (34)
F.M.: C15H19N7O4; M.M.: 361 g/mol
Óleo bege.
[αααα]D + 57,69 (c 1,04; CHCl3).
IV ( v máx/cm -1 ): 3317 (OHest.), 3033-2857 (CHest. arom. e alifático), 2095 (N3est.), 1654 (C=Oest.
amida banda-I e C=Cest. arom.), 1506 (C=Cest. arom.), 1217 (C-O-Cest. assim. éter arom.), 1087-1015
(O-C-C e C-O-Cest. assim. açúcar), 817 (CHdef. angular fora do plano de anel arom. p-substituído).
6a
H
4 H
N3
HO
N3
2
O
1 8 9
3
HNAc
O
7
CH3
10
6b
5
RMN de 1 H (δ; C5D5N; 400MHz): 8,89 (d; JNH,2* 8,7 Hz; NH); 7,15 (d; J9,8* 8,4 Hz ;H-9);
7,07 (d, J8,9 8,4 Hz, H-8); 5,86 (d; J1,2 4,0 Hz; H-1); 5,58 (tds • ; J2,NH 8,7 Hz; J2,1=J2,3*
4,0 Hz; H-2); 4,61-4,59 (m; H-3 ❖ e H-5 ❖ ); 4,29 (dl; J4,3* 3,2 Hz; H-4 ❖ ); 3,93 (dd; J6a,6b 12,6
Hz; J6a,5 8,5 Hz; H-6a); 3,58 (dd; J6b,6a 12,6 Hz; J6b,5 4,5 Hz; H-6b); 2,18 (s, C6H4CH3);
33
6a
H
OH
H6b
4
N3 5
2
O
3
N3
HNAc 7
O CH3
10
34
1
8 9

Materiais e métodos 138
2,16 (s; NHCOCH3). * aproximadamente; • tripleto duplo sobreposto (H-2); ❖ atribuição realizada com
auxílio do mapa de contornos COSY.
RMN de 13 C (δ; C5D5N; 100MHz): 170,6 (NHCOCH3); 155,4 (C-7); 131,8 (C-10); 130,2
(C-9); 117,5 (C-8); 96,6 (C-1); 67,9 (C-4 ♣ ); 67,7 (C-5 ♣ ); 63,0 (C-3 ♣ ); 52,0 (C-6 ≈ ); 46,4
(C-2); 22,8 (NHCOCH3); 20,4 (C6H4CH3). ≈ atribuição realizada com auxílio do subespectro de
DEPT-135; ♣ atribuição realizada com auxílio do mapa de contornos HMQC.
2-Acetamido-6-azido-2,6-didesoxi-α-D-gulopiranosídeo de 4-metilfenila (38)
F.M.: C15H20N4O5; M.M.: 336 g/mol
Óleo bege.
[αααα]D + 88,3 (c 1,29; CHCl3).
IV ( v máx/cm -1 ): 3321 (OHest.), 2924, 2856 (CH sp 3 est. alifático), 2097 (N3est.), 1651 (C=Oest.
amida banda-I e C=Cest. arom.), 1507 (C=Cest. arom.), 1217 (C=Cest. éter arom.), 1095, 1044 (O-C-C e
C-O-Cest. assim. açúcar), 817 (CHdef. angular fora do plano de anel arom. p-substituído).
RMN de 1 H (δ; C5D5N; 400MHz): 8,57 (d; JNH,2* 8,4 Hz; NH); 7,23-7,21 (m; H-8); 7,09-
7,06 (m; H-9); 5,98 (d; J1,2 4,0 Hz; H-1); 5,51 (tds • ; J2,NH 8,4 Hz; J2,1 4 Hz; J2,3* 3,2 Hz;
H-2); 5,03-4,97 (m; H-5 ❖
); 4,66 (tl; J3,2=J3,4* 3,2 Hz; H-3 ❖
); 4,33 (dl; J4,3* 3,2 Hz; H-4 ❖
);
4,01 (dd; J6a,6b 12,6 Hz; J6a,5 8,5 Hz; H-6a); 3,64 (dd; J6b,6a 12,6 Hz; J6b,5 4,5 Hz; H-6b)
2,15 (s, C6H4CH3); 2,14 (s; NHCOCH3). * aproximadamente; • tripleto duplo sobreposto (H-2); ❖
atribuição realizada com auxílio do mapa de contornos COSY.
RMN de 13 C (δ; C5D5N; 100MHz): 170,3 (NHCOCH3); 156,3 (C-7); 131,6 (C-10); 130,2
(C-9); 117,6 (C-8); 98,1 (C-1); 71,0 (C-3 ♣ ); 70,8 (C-4 ♣ ); 67,5 (C-5 ♣ ); 52,4 (C-6 ≈ ); 47,1
(C-2); 23,0 (NHCOCH3); 20,4 (C6H4CH3). ≈ atribuição realizada com auxílio do subespectro de
DEPT-135; ♣ atribuição realizada com auxílio do mapa de contornos HMQC.
2-Acetamido-6-azido-2,6-didesoxi-4-O-metanossulfonil-α-D-glicopiranosídeo de 4-
metilfenila (39)
F.M.: C16H22N4O7S; M.M.: 414,1 g/mol
6a
H
OH
H6b
4
N3
5
2
O
3
HNAc 7
O CH3
10
OH 38
1
8 9
6a
H
6b
4 H
MsO
HO
3
N3 5
O
2
1
HNAc
O
7
8 9
CH3
10
39

Sólido branco. F.F.: 141,6-143,4 °C.
[αααα]D + 62 (c 1; CHCl3).
Materiais e métodos 139
IV ( v máx/cm -1 ): 3582 (OHest.), 3284 (NHest.), 3034-2855 (CHest. arom. e alifático), 2093 (N3est.),
1633 (C=Oest. amida banda-I e C=Cest. arom.), 1543 (NHdef. angular amida banda-II), 1509 (C=Cest. arom.),
1342 (S-O2est. assim.), 1219 (C-O-Cest. assim. éter), 1177 (S-O2est. sim.), 1102-985 (O-C-C e
C-O-Cest. assim. açúcar), 954 (S-O-Cest.), 818 (CHdef. angular fora do plano de anel arom. p-substituído).
RMN de 1 H (δ; C5D5N; 400MHz): 9,35 (d; JNH,2 8,8 Hz; NH); 7,09 (s; H-8, H-9); 5,95 (d;
J1,2 3,2 Hz; H-1); 5,10 (t; J4,3=J4,5 9,58 Hz; H-4 ❖
); 5,00 (m; H-2 ❖
); 4,61 (tl; J3,2=J3,4* 9,58
Hz; H-3); 4,33 (tdl; J5,4* 9,58 Hz; J5,6a=J5,6b* 4,32 Hz; H-5); 3,74 (dl; J6a,5=J6b,5* 4,32
Hz; H-6a, H-6b); 3,74 (s; SO2CH3); 2,17 (s; C6H4CH3); 2,09 (s; NHCOCH3). *
aproximadamente; ❖ atribuição realizada com auxílio do mapa de contornos COSY.
RMN de 13 C (δ; C5D5N; 100MHz): 171,0 (NHCOCH3); 155,1 (C-7); 132,5 (C-10); 130,6
(C-9); 117,3 (C-8); 97,2 (C-1); 82,0 (C-4); 70,6 (C-3 ♣ ); 70,2 (C-5 ♣ ); 55,0 (C-2 ♣ ); 51,7
(C-6 ≈ ); 39,3 (SO2CH3); 23,1 (NHCOCH3); 20,6 (C6H4CH3). ≈ atribuição realizada com auxílio do
subespectro de DEPT-135; ♣ atribuição realizada com auxílio do mapa de contornos HMQC.

7 CONCLUSÃO
Conclusão 140
No desenvolvimento deste trabalho foi possível obter 40 substâncias sendo 28
inéditas (14, 15, 16, 17, 18, 19, 20, 21, 22, 23, 24, 25, 25a, 25b, 26, 27, 28, 29, 30, 31, 32,
33, 34, 35, 36, 37, 38 e 39), nove substâncias descritas na literatura e três (11, 12, 13)
sintetizadas anteriormente pelo grupo em um trabalho de mestrado. A caracterização das
substâncias foi realizada utilizando as espectrometrias no infravermelho e de ressonância
magnética nuclear. As técnicas de RMN utilizadas foram RMN de 1 H, RMN de 13 C,
subespectro de DEPT-135 e, quando necessário, os mapas de contornos HMQC e HMBC.
A síntese dos glicosídeos derivados da N-acetilglicosamina, modificados em C-6,
levou aos produtos planejados (10, 11, 12, 13, 14 e 15) com bons rendimentos. A etapa-
chave foi a tosilação regiosseletiva da hidroxila primária, devido à maior dificuldade em
vista da possibilidade de formação de produtos di- e tri-tosilados.
A síntese dos glicosídeos derivados da N-acetilglicosamina dissubstituídos com
grupos azido em C-3 e C-6 ou C-4 e C-6 levou a resultados interessantes, reflexo do
comportamento diferente de reagentes de série β glicosídica em relação à α.
Durante a etapa de remoção do grupo benzoila de 25 (anômero β) e 26 (anômero
α), houve a formação do sal 25a e 26a, por reação destes com metóxido de sódio em
metanol, respectivamente. O sal 25a se forma com 100% de rendimento e o 26a com
relação de 28:26a de 2:1 do bruto de reação. Para este derivado 25 a reação se passa,
exclusivamente, por um estado de transição epóxido, dando o sal em sua totalidade.
Observou-se, também, que a proporção dos regioisômeros (C-3/C-6 vs C-4/C-6)
bem como a formação de epímeros em C-4 (4,6-glico vs 4,6-galacto) nas reações de
substituição de 4,6-dimetanossulfonatos com azida de sódio dependeu da estereoquímica
de C-1 e da natureza do substituinte em C-3. Quando o substituinte em C-3 era um grupo
benzoato, os produtos principais de reação, tanto na série α-anomérica como β-anomérica,
eram os derivados 4,6-diazido de série D-galacto, como esperado. Por outro lado, quando
C-3 tinha um grupo hidroxila, o dimesilado de série β- forneceu como único produto
isolado o derivado 3,6-diazido de série D-gulo. Já o derivado de série α forneceu, como
produto principal, o derivado 4,6-diazido de série D-glico. O derivado 3,6-diazido de série
gulo foi isolado como produto secundário.

Conclusão 141
Os resultados dessas reações foram explicados com base na formação de
intermediários 3,4-epóxido de série D-glico e a abertura regiosseletiva desses pelo íon
azida sendo controlada por efeitos estereoeletrônicos.
Das substâncias testadas, a substância 20 apresentou um halo de inibição de
24,31 ± 1,63 mm em relação ao padrão 22,07 ± 1,82 mm de cloranfenicol, contra Bacillus
subtilis ATCC 6633. As demais substâncias avaliadas não apresentaram atividade, na
concentração utilizada. As modificações dos grupos hidroxila de C-3, C-4 e C-6 efetuadas
no presente estudo não resultaram em substâncias com atividade antimicrobiana em teste
de difusão em agar na concentração de 1 mg/mL.
O desenvolvimento deste trabalho, além de possibilitar a obtenção de várias
substâncias inéditas, o estudo das reações e o entendimento da obtenção de subprodutos,
utilizou técnicas espectrométricas na elucidação estrutural de todos os compostos obtidos.

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