Le cellule gliali nell'ontogenesi del sistema nervoso periferico - Siapec

Pathologica (2001) 93:505-516 © Springer-Verlag 2001EDITORIALEG. Magro · S. GrassoLe cellule gliali nell’ontogenesi del sistema nervoso perifericoortosimpatico umano e nel neuroblastomaGlial cells in the ontogenesis of the human peripheral sympathetic nervous systemand in neuroblastomaRiassunto Il ruolo delle cellule gliali nell’ontogenesi del sistemanervoso periferico ortosimpatico (SNPO) nell’uomo èancora da stabilire. Studi immunoistochimici condotti su embrionie feti umani hanno evidenziato che, durante i processidi migrazione, i nidi di neuroblasti indifferenziati contengonocellule sustentaculari e sono completamente circondati eseparati dall’ambiente esterno da cellule simil-Schwann e dauna membrana basale continua. Questa distribuzione topograficadelle cellule gliali e della matrice extracellulare apparestrategica ai fini dei processi di migrazione e differenziazionedei neuroblasti indifferenziati. Una distribuzioneanaloga tra cellule gliali, matrice extracellulare e neuroblastiè stata osservata nei neuroblastomi che presentano aree conpattern di crescita nodulare, rafforzando ulteriormente il concettoche questa neoplasia rappresenti un arresto del normaleprocesso differenziativo/maturativo del SNPO umano.Nonostante sia opinione comune che le cellule di Schwann,nel neuroblastoma, siano cellule che “infiltrano dall’esternola neoplasia”, i nostri dati suggeriscono che queste cellule derivanodalle cellule gliali normalmente associate ai neuroblastiindifferenziati durante l’ontogenesi. Il normale sviluppodella linea gangliare, neuroendocrina (cromaffine) e glialeG. Magro () • S. GrassoIstituto di Anatomia Patologica, Università di Catania,Via Biblioteca 4, I-95124 Catania, Italiae-mail: gaetano.magro@tiscalinet.itTel.: +39-095-310241Fax: +39-095-316045verrà discusso, focalizzando l’attenzione sulle cellule gliali esu alcune molecole della matrice extracellulare sia in corsodi ontogenesi, che nel neuroblastoma.Parole chiave Cellule di Schwann • Cellule sustentaculari •Ontogenesi • Matrice extracellulare • NeuroblastomaKey words Schwann cells • Sustentacular cells • Development• Extracellular matrix • NeuroblastomaIntroduzioneLo sviluppo del sistema nervoso periferico ortosimpatico(SNPO) nell’uomo avviene attraverso vari processi coordinatinello spazio e nel tempo, durante i quali, precursori cellularidella cresta neurale migrano tra i tessuti embrionali e fetalifino a colonizzare definitivamente organi o tessuti periferici.Durante le prime fasi dell’ontogenesi, le creste neuraliappaiono come lamine longitudinali poste bilateralmenterispetto al primitivo tubo neurale – struttura da cui derivano– e costituite da cellule neuroectodermiche primitive capacidi differenziazione multidirezionale: nervosa, gliale, neuroendocrinae melanocitaria. Nelle fasi più precoci, oltre acellule già “committed” per una linea cellulare ben definita,esistono cellule con duplice potenzialità differenziativa (adesempio, nervosa e gliale), nonché cellule “committed” capacidi “transdifferenziazione” cioè in grado di trasformare illoro fenotipo in un altro (ad esempio, una cellula nervosa puòdifferenziarsi in una cellula neuroendocrina o viceversa) [1].Dalla 4 a -5 a settimana di sviluppo, le creste neurali si frammentanoin nidi cellulari che, interconnessi tra loro da sottilifibre nervose provenienti dai gangli spinali, migrano dalla regioneparavertebrale lungo le aree para- e pre-aortiche, raggiungendoi diversi organi in via di sviluppo (surrene, organiaddomino-pelvici) (Fig. 1A). Questi nidi sono costituiti daneuroblasti indifferenziati, cellule linfocito-simili di formarotondeggiante, con una sottile rima di citoplasma, nucleoipercromico con piccoli, ma evidenti nucleoli (Fig. 1B, 2A,

506 G. Magro, S. Grasso: Le cellule gliali nell’ontogenesi del sistema nervoso periferico ortosimpatico umanoABCDFig. 1 Feto umano di 8 settimane. A La proteina S-100 evidenzia fibre nervose (frecce), cellule fusate simil-Schwann e cellule sustentaculari,rispettivamente alla periferia ed all’interno dei nidi neuroblastici (N) in posizione para- e pre-aortica (A) e in prossimità del surrene(S). B Maggiore ingrandimento dell’area contrassegnata con (). Cellule sustentaculari con evidenti dendriti citoplasmatici a contattodiretto con i neuroblasti indifferenziati. C,D Nidi neuroblastici (N) adesi al surrene (S). Sezioni seriate colorate con anticorpi anti-proteinaS-100 (C) ed anti-collagene VI (D) svelano l’esistenza di una membrana basale continua che segue la distribuzione delle cellule simil-Schwann lungo la periferia dei nidi neuroblastici. Nei tessuti circostanti il collagene VI dà una colorazione interstiziale di tipo fibrillare.Si noti in C la continuità delle cellule di Schwann di una fibra nervosa (frecce) come cellule singole (cellule simil-Schwann), che rivestonoi nidi neuroblastici

G. Magro, S. Grasso: Le cellule gliali nell’ontogenesi del sistema nervoso periferico ortosimpatico umano 507ABCDEFig. 2 A,B Surrene fetale di 15 settimane. Nella porzione ghiandolare più interna si osservano nidi neuroblastici circondati da cellule simil-Schwannpositive alla proteina S-100. B Cellule cromaffini in via di differenziazione (in alto) sono a contatto diretto con cellule sustentaculariS-100 positive; notare la scomparsa delle cellule simil-Schwann ancora evidenziabili attorno a nidi neuroblastici dispersi trale cellule cromaffini (in basso). C Surrene adulto. Tra le cellule cromaffini si osservano soltanto cellule sustentaculari S-100 positive; notareuna rara cellula gangliare (freccia) circondata singolarmente da una cellula sustentaculare (o satellite). D,E Neuroblastoma scarsamentedifferenziato. I neuroblasti tumorali formano noduli circondati da sottili setti fibro-vascolari contenenti cellule simil-Schwann (D)nonché collagene di tipo IV (E)

508G. Magro, S. Grasso: Le cellule gliali nell’ontogenesi del sistema nervoso periferico ortosimpatico umano2B) e capacità differenziativa bidirezionale sia verso la lineacellulare nervosa (cellule gangliari) che neuroendocrina (cellulecromaffini) (Fig. 3, 4). I neuroblasti indifferenziati sonofacilmente evidenziabili immunoistochimicamente utilizzandodiversi anticorpi, tra cui enolasi neurono-specifica, BCL-2, CD44 etc. (Tab. 1) [2, 3, 4]. In corrispondenza dei surreni,che a questo stadio sono costituiti esclusivamente da unabbozzo epiteliale di origine mesodermica, alcuni nidi neuroblasticiinvadono la capsula surrenale (Fig. 1A, 1C), spingendosiall’interno della ghiandola ove successivamente sidifferenzieranno in cellule neuroendocrine, formando così lamidollare del surrene. I nidi neuroblastici che migrano inprossimità dei visceri addomino-pelvici, portandosi all’internodelle loro pareti, si differenzieranno in cellule gangliariche, assieme alle fibre nervose da cui sono innervate, formerannoi plessi nervosi gangliari (plesso sottomucoso diMeissner e mioenterico di Auerbach).Linea gangliareDalla 7 a -9 a settimana di sviluppo è possibile osservare ladifferenziazione della linea gangliare; a questo stadio al-l’interno dei nidi neuroblastici è possibile identificare cellulecon caratteristiche morfologiche che si discostano daineuroblasti indifferenziati per la presenza di un citoplasmapiù evidente e un nucleo vescicoloso con un nucleolo prominente[5]. Recentemente abbiamo dimostrato che tali cellule,oltre ad esprimere diversi marcatori condivisi con neuroblastie cellule neuroendocrine (Tab. 1), risultano positivealla catepsina D e sono da considerarsi cellule gangliari precoci[5]. La loro maturazione è caratterizzata da un progressivoaumento delle dimensioni sia del citoplasma chedel nucleo, il quale diventa sempre più vescicoloso con ununico e prominente nucleolo centrale. Queste cellule gangliarifetali, oltre ad esprimere la catepsina D, sono immunoreattiveai recettori tirosin-chinasi per le neurotrofine(TrKa e TrkC) (Tab. 1). La differenziazione dei neuroblastiindifferenziati in cellule gangliari si verifica soprattutto inquei nidi cellulari che formeranno le catene paravertebralidei gangli ortosimpatici ed i gangli ortosimpatici pre- ed intra-viscerali.Cellule gangliari si differenzieranno anche dainidi neuroblastici intrasurrenali, ma in misura quantitativamenteridotta. Il numero delle cellule gangliari nelle ultimefasi dello sviluppo del SNOP umano rimarrà relativamentecostante per tutta la vita.Fig. 3ENS +TH +HNK1 +Bcl-2 +CD44 +Cellule primitivecresta neuraleENS +TH +HNK1 +Bcl2 +CD44 +NF +CD +Cellula gangliare precoceENS +TH +CD44 –Bcl2 –HNK1 –CD –CGA +SF +IGF-2 + -(paraganglio cellule SIF)ENS +TH +HNK1 +Bcl2 +CD44 +NF +CD +TrKA +Periferina +Cellula gangliare maturaENS +TH +CD44 –Bcl2 –HNK1 –CD –CGA +SF +IGF-2 + -(paraganglio cellule SIF)TrKB +• Catene gangliariortosimpaticheparavertebrali• Gangli ortosimpaticipre-viscerali• Plessi nervosi gangliariviscerali (tratto gastrointestinale;vescica,rene, etc.)• Midollare surrene• Paragangli• Cellule neuroendocrineintragangliari(SIF cells)Cellula neuroendocrina immatura(feocromoblasto)Cellula neuroendocrina matura(feocromocita)ENS, enolasi neurono-specifica; TH, tirosina idrossilasi; HNK-1/N-CAM; CD44; CD, catepsina D; TrKA-TrKC, recettori tirosina chinasi per leneurotrofine; BCL-2, proteina BCL-2; NF, neurofilamenti; CGA, cromogranina S; SF, sinaptofisina; IGF-2, insulin growth factor-2; SIF, celluleneuroendocrine intragangliari

G. Magro, S. Grasso: Le cellule gliali nell’ontogenesi del sistema nervoso periferico ortosimpatico umano 509Fig. 4Celluleprimitivecresta neuraleLinea gangliare ortosimpaticaTumori NeuroblasticiLinea gliale(cellule di Schwann e sustentaculari)Linea neuroendocrina o cromaffine(midollare surrene; paragangli ortosimpatici)IndifferenziatoNeuroblasti indifferenziatiScarsamente differenziatoNeuroblasti indifferenziati+5% di neuroblasti con differenziazione gangliareNeuroblastomaGanglioneuroblastomaGanglioneuromaNodulareCommistoBorderlineTutti i ganglioneuroblastomi sono costituitida una prevalente quota ganglioneuromatosa(cellule gangliari mature e immature,cellule di Schwann e tessuto fibroso),cui si associa una componentevariabile neuroblastomatosaNodulare: noduli macroscopici neuroblastomatosi(istologia sfavorevole)Commisto: pochi noduli neuroblastomatosimicroscopici ben definiti (istologiafavorevole)Borderline: pochi neuroblasti dispersicon rara formazione di noduli microscopici(istologia favorevole)Feocromocitoma; Paraganglioma (cellule neuroendcorine + cellule sustentaculari)

510G. Magro, S. Grasso: Le cellule gliali nell’ontogenesi del sistema nervoso periferico ortosimpatico umanoLinea neuroendocrina (cromaffine)Le cellule neuroendocrine o cromaffini derivano dai precursorineuroblastici geneticamente programmati a formare lalinea cellulare neuroendocrina intragangliare, i paragangliortosimpatici e la midollare del surrene (Tab. 1). La differenziazionedei neuroblasti verso la linea neuroendocrinapuò essere facilmente evidenziata immunoistochimicamenteutilizzando anticorpi anti-cromogranina A [5, 6].Le cellule neuroendocrine intragangliari, note anche come“cellule cromaffini intragangliari” o “piccole cellule intensamentefluorescenti” (SIF cells), si formano all’internodei nidi di neuroblasti che formeranno le catene paravertebralidel sistema nervoso ortosimpatico e la maggior parte diesse scomparirà nel periodo neonatale [7].I paragangli sono agglomerati di cellule neuroendocrine,disperse in diverse parti del corpo, che originano dai nidi dineuroblasti indifferenziati disposti lungo le fibre nervoseche interconnettono i diversi gangli ortosimpatici [7]. Lamaggior parte dei paragangli sono strutture microscopichea disposizione parassiale, disposte lungo l’area preaortica,dal torace fino alla pelvi. Tra i paragangli macroscopicamentepiù evidenti, i più importanti sono l’organo delloZuckerkandl, sito in corrispondenza dell’origine dell’arteriamesenterica inferiore e ritenuto la maggiore fonte di produzionedi catecolamine durante la vita fetale e neonatale, e lamidollare del surrene. La maggior parte dei paragangli ortosimpaticifetali scompare nel periodo neonatale e la componenteresidua va incontro ad una riduzione delle dimensioni,fenomeno osservabile soprattutto a carico dell’organodello Zuckerkandl.La midollare del surrene rappresenta il prototipo deiparagangli ortosimpatici e si presta come modello idealeper lo studio dell’ontogenesi della linea cellulare neuroendocrinaumana. Nei surreni di età gestazionale compresatra la 7 a e la 32 a settimana di sviluppo, numerosi gruppi dinidi neuroblastici, sempre interconnessi tra loro da fibrenervose, migrano dalla corticale fino alle vene profonde,situate nella porzione ghiandolare più interna (Fig. 2A).Nel periodo compreso tra la 12 a e la 24 a settimana di sviluppo,alcuni nidi neuroblastici mostrano una degenerazionecistica centrale con una rima periferica cellulare residuapiù o meno ampia [8, 9]. Alla periferia di tali nidi sidifferenziano cellule con dimensioni maggiori rispetto aineuroblasti, distinguibili soprattutto per il loro nucleo vescicolosoe il citoplasma chiaro (Fig. 2B). Queste cellule,note anche come “feocromoblasti”, positive alla cromograninaA, rappresentano lo stadio precoce delle linea neuroendocrina(cromaffine) della midollare surrenale e si organizzanoin piccoli aggregati cellulari o come singolecellule che prendono contatto diretto con le cellule dellacorticale del surrene [8]. Negli stadi successivi, dalla 24 aalla 38 a settimana di gestazione, i nidi di neuroblasti indifferenziatiprogressivamente decrescono di numero finoa scomparire completamente nei surreni neonatali. Simultaneamente,si assiste ad una continua e progressiva differenziazionedi cellule neuroendocrine che, organizzandosiin cordoni cellulari strettamente stipati tra loro, formanola midollare del surrene, ormai topograficamente ben distintadalla corticale. Nei surreni neonatali e in quelliadulti, la midollare è costituita da cellule neuroendocrinemature (feocromociti), da rare cellule gangliari e da cellulegliali sustentaculari (Fig. 2C).Linea glialeDurante l’ontogenesi del SNOP umano, studi immunoistochimicihanno evidenziato la presenza di cellule S100 positive,definite cellule simil-gliali [10] o sustentaculari [11],sia all’interno dei nidi neuroblastici che in periferia. In embrionie feti umani di età gestazionale compresa tra la 7 a ela 15 a settimana di sviluppo, utilizzando anticorpi anti proteinaS-100 ed anti collagene IV, abbiamo identificato nelSNOP umano extra- ed intra-viscerale (soprattutto surreni)tre popolazioni cellulari gliali diverse tra loro per morfologia,topografia, e rapporti cellulari: cellule di Schwann, cellulesimil-Schwann e cellule sustentaculari o satelliti (Figg.1A, 1B, 1C, 2A, 2B) [8, 12].Le cellule di Schwann circondano gli assoni delle fibrenervose che interconnettono i nidi neuroblastici indifferenziati.Tali cellule sono circondate da una membrana basalepositiva al collagene IV e alla laminina.Le cellule simil-Schwann, sono cellule fusate dotate difini e lunghi prolungamenti citoplasmatici bipolari, localizzatealla periferia dei nidi di neuroblasti. Abbiamo dimostratoche queste cellule hanno rapporti di continuità con lecellule di Schwann delle fibre nervose che, prolungandosilungo la periferia dei nidi neuroblastici, formano un monostratocellulare continuo (Figg. 1A, 1C). Nello stesso studio,utilizzando sezioni seriate colorate con anticorpi anti proteinaS-100 ed anti collagene IV, fu evidenziata una membranabasale che, partendo dalle fibre nervose, si estendeva lungola periferia dei nidi neuroblastici, seguendo esattamente ladistribuzione delle cellule periferiche simil-Schwann (Figg.1C, 1D). Questi dati suggeriscono che la membrana basalepossa essere prodotta in situ dalle cellule simil-Schwann, lequali, originando dalle cellule di Schwann delle fibre nervose,condividono con esse la capacità di produrre i costituentidella membrana basale [13-18].Le cellule sustentaculari sono cellule rotondeggianti oovalari senza alcun rapporto con le molecole della matriceextracellulare, che nelle prime fasi dello sviluppo sono acontatto diretto, tramite dendriti citoplasmatici, con i neuroblastiindifferenziati (Fig. 1B). Nelle fasi successive, contraggonorapporti sia con le cellule neuroendocrine (Fig. 2B)che con quelle gangliari in via di sviluppo, circondandolesingolarmente (cellule satelliti) (Fig. 2C).

G. Magro, S. Grasso: Le cellule gliali nell’ontogenesi del sistema nervoso periferico ortosimpatico umano 511Circa l’origine delle cellule gliali del SNPO umano, alcuniautori hanno ipotizzato che esse derivino da una differenziazionein situ da un precursore comune alle cellule gangliarie neuroendocrine [6]. Sebbene l’esistenza di tale cellulapluripotente nei gangli, paragangli e nella midollare delsurrene fetale non possa essere esclusa, i nostri dati indicanoche, nelle prime fasi dello sviluppo, la linea gliale del sistemanervoso ortosimpatico intraviscerale (surreni, intestinoetc.) deriva dai nidi neuroblastici extraviscerali che, colonizzandogli organi, trasportano con sé anche la componentegliale (sustentaculare e simil-Schwann). Questo è facilmentedimostrabile soprattutto nel surrene dove i nidi dineuroblasti che invadono l’abbozzo primitivo surrenale contengonogià sia cellule sustentaculari, a contatto diretto coni neuroblasti, che cellule simil-Schwann alla loro periferia[8, 12] (Figg. 1A, 1C).Il destino ontogenetico delle cellule sustentaculari è diversoda quello delle cellule simil-Schwann [8]. Infatti, conla scomparsa dei nidi neuroblastici indifferenziati, le cellulesustentaculari persisteranno tra le cellule neuroendocrinedella midollare surrenale e dei paragangli durante tutto il periodoneonatale e anche nei tessuti adulti, ove sono costantementedocumentabili utilizzando anticorpi anti-proteinaS100 [7]. È importante ricordare che anche neoplasie neuroendocrine,come il feocromocitoma ed il paraganglioma,contengono un numero considerevole di cellule sustentaculari,la cui identificazione può essere di notevole ausilio diagnostico[7, 19-22]. Al contrario, le cellule simil-Schwannsembrano essere cellule embrio-fetali transitorie che scompaiononei tessuti neonatali e adulti [8]. Il loro destino è infattistrettamente collegato alla scomparsa dei nidi neuroblasticiche si verifica sia per la loro differenziazione in strutturegangliari o paragangliari ortosimpatici, sia per processidi involuzione/regressione (degenerazione cistica, probabilifenomeni apoptotici), fenomeni osservabili soprattutto a livellodella midollare surrenale.La funzione delle cellule gliali durante l’ontogenesi è ancorada definire. È facilmente intuibile che per dare originealle definitive strutture gangliari extra ed intra-viscerali eparagangliari del SNOP umano i neuroblasti indifferenziati,che migrano dalle primitive creste neurali, devono lungo illoro percorso: i) trovare e riconoscere i diversi organi da colonizzare;ii) cessare la loro migrazione nelle localizzazioniappropriate; iii) completare il loro programma di differenziazioneterminale in situ; iv) evitare una differenziazioneprematura che comporterebbe un arresto migratorio concompromissione della corretta colonizzazione degli organi.In tutti questi processi un ruolo cruciale sembra essere svoltoda peptidi (endoteline e loro recettori), fattori neurotrofici,fattori di trascrizione, fattori di crescita e da molecoledella matrice extracellulare. Le endoteline e i loro recettori(E-3, E-B) sembrano agire simultaneamente prevenendo laprematura differenziazione dei neuroblasti durante la migrazione;un loro difetto genico comporta l’insorgenza di patologiemegacoliche sia sperimentalmente su modelli animaliche nell’uomo [23-26]. Tra i fattori neurotrofici, annoveriamoquelli derivanti dalla linea cellulare gliale (GFRα-1-Ret,NT-3-TrKC, la serotonina e una proteina che lega la laminina-1)con funzione di promotori della differenziazione nervosa(gangliare) e gliale [27]. Altri studi indicano fattori ditrascrizione come Pax3, Sox10, c-Ret, il fattore neurotroficoderivato dalla linea cellulare gliale (GDNF) e l’enzima diconversione dell’endotelina come indispensabili per un correttocoordinamento delle varie tappe evolutive delle celluleche derivano dalle creste neurali [28, 29]. È stato osservatoche anche il deficit di produzione di alcuni di questi fattori(ad esempio, GDNF), dovuti a cause microambientali, anchein assenza di mutazioni geniche, possono causare arrestodella migrazione dei neuroblasti [30].A questo punto sorge spontanea la domanda se siano lecellule gliali coinvolte in questi processi di migrazione e differenziazionedei neuroblasti indifferenziati. La loro identificazionefin dalle prime fasi dello sviluppo (6 a -7 a settimana digestazione) ci suggerisce che sia le cellule sustentaculari chele cellule simil-Schwann, intraprendendo precocemente rapporticon le cellule nervose/neuroendocrine, fanno parte integrantedell’ontogenesi del SNOP umano. Gli stretti contattimorfologici, tramite i dendriti citoplasmatici tra le cellulesustentaculari e le cellule neuroblastiche, neuroendocrine ogangliari, ci inducono ad ipotizzare un loro eventuale ruolo(differenziativo? di sostegno/mantenimento?) che per analogiapotrebbe essere paragonato a quello svolto dalle cellulegliali nei confronti dei neuroni nel sistema nervoso centrale[11, 31]. L’identificazione di cellule simil-Schwann associatead una membrana basale lungo la periferia dei nidi neuroblasticiindifferenziati, durante l’ontogenesi umana, apreorizzonti affascinanti nel campo della neurobiologia. Il binomiocellule simil-Schwann/membrana basale crea una “barrierafisica” che separa completamente i neuroblasti dai tessuticircostanti durante il processo di migrazione. Questa scopertapone le basi morfologiche per comprendere come i neuroblastiindifferenziati, cellule ad elevata capacità replicativa,non invadono i diversi organi (corpo vertebrale, aorta, etc.)incontrati durante la loro migrazione, pur venendone a strettocontatto, prevenendo così drammatiche conseguenze. Ilruolo di “barriera fisica” delle cellule simil-Schwann e dellaloro membrana basale appare tuttavia piuttosto riduttivo enon possiamo fare a meno di ipotizzare che la loro distribuzionesia programmata strategicamente al fine di mediare icomplessi processi di migrazione, crescita, differenziazione elocalizzazione definitiva dei neuroblasti indifferenziati.Questa ipotesi è fortemente avvalorata da ricerche che hannodimostrato, sia sperimentalmente che nell’uomo, come unamutazione indotta o spontanea di un fattore di trascrizionecome Sox10, determinando la mancata formazione di cellulegliali di tipo Schwann e sustentaculare [32], si associ a patologiedella cresta neurale, quali la malattia di Hirschsprung,la sindrome di Waardenburg, di Hirschsprung/Waardenburgo a più rari disturbi multipli congeniti (lesioni nervose perifericheda ipomielinizzazione, pseudo-ostruzione intestinale

512G. Magro, S. Grasso: Le cellule gliali nell’ontogenesi del sistema nervoso periferico ortosimpatico umanoe sordità) [33]. Tali evidenze rafforzano ulteriormente il concettosecondo cui le cellule di Schwann rappresenterebberouna “fonte di segnali” sia cellulari che extracellulari – quest’ultimitramite la produzione di molecole della matrice extracellulare– indispensabili nel mediare la definitiva distribuzionetopografica e la differenziazione terminale dei neuroblastidel SNOP umano [34]. Molti autori concordano nell’affermareche la matrice extracellulare, svolgendo un ruolo“guida” importante, sia direttamente implicata nei processi dimigrazione della cresta neurale [35-44]. Studi sperimentaliindicano che la migrazione, l’arresto e la localizzazione finaledei neuroblasti sono regolati da un delicato equilibrio traalcune molecole della matrice extracellulare (collageni, glicoproteine,proteoglicani) ad azione stimolante e altre confunzione di “segnali inibitori” [37, 44]. Indagini immunoistochimiche,condotte utilizzando anticorpi anti-collagene IV,laminina, collagene VI e fibronectina, dimostrano la loro presenzalungo il pattern di migrazione dei nidi neuroblastici indifferenziatiin molte specie animali [43-46]. Studi immunoistochimicida noi effettuatti [12; dati non pubblicati] hannoevidenziato l’esistenza delle stesse molecole della matriceextracellulare anche lungo il pattern di migrazione deineuroblasti indifferenziati umani. La presenza di collageneIV e laminina lasciano ipotizzare l’esistenza di una membranabasale che, dalla fibre nervose, si continua lungo la periferiadei nidi neuroblastici; il collagene VI e la fibronectinadanno un doppio pattern di colorazione: simil-membrana basalelungo la periferia dei nidi neuroblastici e di tipo fibrillarenei tessuti connettivi circostanti (Fig. 1D). Con la dimostrazionedella presenza di collagene IV e VI, laminina e fibronectinalungo il pattern di migrazione dei nidi neuroblasticiindifferenziati anche nella specie umana è possibile affermareche tali molecole si sono conservate nel corso dell’evoluzionefilogenetica a partire dai pesci [44, 46, 47].Tuttavia, una problematica ancora irrisolta è quella dell’individuazionedelle cellule che sintetizzano queste molecoledella matrice extracellulare nell’uomo. Nonostante studi invitro candidino i neuroblasti come potenziali produttori dimatrice extracellulare [48] permangono dubbi in vivo. I nostridati, assieme ad evidenze sperimentali e immunoistochimiche,suggeriscono che, durante lo sviluppo, le cellule diSchwann sono le cellule che sintetizzano e depositano molecoledella matrice extracellulare, tra cui componenti intrinsecidella membrana basale (collagene IV e laminina) [13, 14,16, 17]. È noto che le cellule di Schwann interagiscono conla matrice extracellulare esprimendo sulla loro superficie recettoridi tipo integrinico e non-integrinico [13].Cellule gliali e neuroblastomaAttualmente si ritiene che il neuroblastoma rappresenti lacontroparte neoplastica dei precursori cellulari immaturiembrio-fetali del SNOP umano [2, 3, 49, 50], la cui genesiva ricercata in un’espansione clonale probabilmente correlataad un arresto del normale processo differenziativo che,nella maggior parte dei casi, interessa la linea gangliare [51],ma che in alcuni casi sembra coinvolgere anche la linea neuroendocrinaextra-surrenale [2, 52]. Questo concetto si basasulle seguenti evidenze: i) generalmente le sedi d’insorgenzadel neuroblastoma corrispondono alla distribuzione dellestrutture del sistema nervoso ortosimpatico periferico; ii)studi autoptici, condotti in surreni neonatali, hanno evidenziatoun’elevata incidenza di piccoli noduli neuroblasticiche, istologicamente ed immunofenotipicamente, sono similiai noduli neuroblastomatosi (pattern di crescita istologicodi tipo nodulare o lobulare) [53-55]; iii) la differenziazionemorfologica dei neuroblasti indifferenziati verso la linea cellularegangliare durante l’ontogenesi riflette quella osservatanel neuroblastoma [49, 51]; iv) la differenziazione/maturazionein vitro di alcuni neuroblastomi ricapitola quella osservabilenell’ontogenesi della cresta neurale [48, 51, 56]; v)l’espressione ontogenetica di molte molecole, tra cui oncoproteine(Bcl-2; c-erbB2), β-2 microglobulina, enzimi lisosomiali(catepsina D), ricalca quella osservata nei diversistadi maturativi cellulari del neuroblastoma [2, 3, 8, 57-59];vi) il neuroblastoma, così come si verifica normalmente neii suoi precursori cellulari durante lo sviluppo embrio-fetale,può andare incontro a differenziazione e a spontanea maturazionein vivo (trasformazione da neuroblastoma in ganglioneuroma)[60-65].Il neuroblastoma è costituito da una popolazione cellulareeterogenea rappresentata da cellule indifferenziate linfocito-simili,da cellule che mostrano un grado variabile di differenziazionegangliare e da cellule gliali, soprattutto celluledi Schwann e, in minor misura, cellule di tipo sustentaculare[49, 51, 66, 67]. L’importanza delle cellule gliali è testimoniatadal fatto che la classificazione più adottata neglianni ’80, la Shimada Classification, suddivideva tutti i tumorineuroblastici in due grandi categorie a seconda dellaquantità di stroma costituito da cellule di Schwann: “stromapooro stroma-rich tumors” con un diverso significato prognostico[68]. Oggi la classificazione più utilizzata è quelladi Joshi e coll. che suddivide il neuroblastoma in tre sottotipi[49, 51]: indifferenziato (esclusivamente neuroblasti indifferenziati),scarsamente differenziato (cellule con differenziazionegangliare 5%) (Tab. 2).Localizzazione delle cellule gliali nel neuroblastomaLa componente cellulare nervosa del neuroblastoma ha latendenza a crescere in nidi di forma e dimensioni variabili,circondati da setti fibro-vascolari più o meno spessi (patternnodulare o lobulare) [49, 51]. Studi immunoistochimici, utilizzandoanticorpi anti-proteina S-100, evidenziano, nellamaggior parte dei casi, cellule di Schwann nei setti fibrovascolari[69-71]; in alcune aree tumorali, in cui i setti sonomolto sottili, le cellule di Schwann formano un monostrato

G. Magro, S. Grasso: Le cellule gliali nell’ontogenesi del sistema nervoso periferico ortosimpatico umano 513cellulare che circonda completamente i noduli tumorali, configurandocosì un pattern che ricorda strettamente quello osservatodurante l’ontogenesi nei nidi neuroblastici indifferenziati[4, 8, 72] (Fig. 2D). In alcuni casi di neuroblastoma sonoriconoscibili un numero piuttosto limitato di cellule S-100positive a contatto diretto con le cellule tumorali, di forma rotondeggianteo ovalare, con dendriti citoplasmatici, riferibilia cellule sustentaculari [67]. Anche in questo caso, è evidenteuna stretta analogia circa la distribuzione topografica e irapporti intrapresi tra le cellule sustentaculari e i neuroblasti,tra la patologia tumorale e l’ontogenesi.È abbastanza sorprendente che i setti fibrovascolari presentinel neuroblastoma contengono molecole della matriceextracellulare quali il collagene di tipo IV e VI, laminina e fibronectina[73; dati non pubblicati] (Fig. 2E), tra le quali sonoimmerse le cellule di Schwann, ritenute responsabili dellaloro sintesi. Tutti questi dati indicano che, nelle aree neuroblastomatosecon un pattern di crescita di tipo nodulare, ladistribuzione e i rapporti tra le cellule di Schwann e le cellulesustentaculari con le molecole della matrice extracellularee con le cellule neoplastiche rispecchiano quelli osservati durantel’ontogenesi dei nidi neuroblastici indifferenziati. Ciòrafforza ulteriormente il concetto secondo cui il neuroblastomasia una neoplasia che ricapitola l’ontogenesi del SNOPumano, non soltanto limitatamente alla componente nervosatumorale, ma anche rispetto alla linea gliale [8].L’origine delle cellule di Schwann nel neuroblastomaBasandosi su considerazioni ontogenetiche e su esperimentiin vitro, si è pensato che le cellule di Schwann, così come lecellule gangliari, derivassero da un processo differenziativodei neuroblasti tumorali e che sarebbero pertanto da considerareanch’esse di natura neoplastica. Studi di citogeneticasu neuroblastomi differenziantesi hanno tuttavia dimostratoche le cellule di Schwann, al contrario delle cellule neuroblastiche,non presentano alterazioni numeriche cromosomichee sono quindi da considerare come cellule reattive piuttostoche tumorali [74]. Questo concetto è ampiamente accettatoed è stato ipotizzato che le cellule di Schwann deineuroblastomi siano cellule che infiltrano la neoplasia dall’esterno(origine dai nervi periferici adiacenti?) in rispostaa segnali trofici prodotti dal neurobastoma stesso [74, 75].Nonostante alcuni fattori siano stati candidati per questoruolo (il fattore di crescita gliale, il fattore di crescita-β, ilfattore di crescita piastrinico), ancora non è stata documentatala loro attività [74, 75].Se oggi condividiamo senza riserve che il neuroblastomaderivi da precursori della cresta neurale, è razionale, alla lucedei nostri risultati ontogenetici, accettare che le cellule diSchwann presenti in questa neoplasia possano derivare dallecellule gliali normalmente associate ai neuroblasti indifferenziatidurante lo sviluppo. È possibile immaginare unoscenario in cui un blocco maturativo ad uno stadio del normalepercorso ontogenetico dei neuroblasti embrio-fetalicomporti che anche le cellule gliali, presenti durante questoevento, diventino la componente gliale della neoplasia incipiente.La nostra ipotesi è avvalorata anche da evidenzemorfologiche che indicano come i rapporti tra neuroblastiindifferenziati embrio-fetali e cellule di Schwann ricapitolinoquelli comunemente riscontrabili tra cellule nervose neoplastichee cellule di Schwann in molte aree di neuroblastomicon pattern di crescita di tipo nodulare.È probabile che la quantità e la distribuzione delle cellulegliali nei tumori neuroblastici (neuroblastoma, ganglioneuroblastoma,ganglioneuroma) possa essere successivamentedeterminata da diversi fattori ambientali, tra cui laproduzione di fattori di crescita da parte dei neuroblasti tumorali.È stato suggerito che, da parte loro, le cellule diSchwann, producendo diversi fattori trofici, quali il fattorenervoso di crescita (NGF), il fattore-β di maturazione gliale(GMFβ), il fattore neurotrofico di derivazione cerebrale(BDNF), potrebbero contribuire alla differenziazione/maturazionedel neuroblastoma [74, 76, 77]. Un’evidenza a favoredi questo possibile ruolo è l’elevata espressione di TrKA,recettore per il NGF, in molte neoplasie con prognosi favorevole[74]. Futuri studi sull’ontogenesi del SNOP umano,con particolare enfasi sulle cellule gliali, potrebbero aiutarea capire meglio il ruolo che queste cellule svolgono nei processidi migrazione, differenziazione e maturazione cellulare,ponendo le basi per un modello di studio ontogeneticodel neuroblastoma. Gli autori auspicano che la “quasi naturaleinclinazione” del patologo a considerare le cellule gliali(Schwann e sustentaculari) come “mere cellule di sostegno”possa trasformarsi in una visione più dinamica che restituiscaa queste cellule lo straordinario ruolo biologico chegiorno dopo giorno la ricerca scientifica va svelando.Summary The developmental role of glial cells in the humanperipheral sympathetic nervous system is still unclear.Immunohistochemical studies on human embryos and fetusesreveal that the migrating clusters of undifferentiated neuroblastscontain sustentacular cells and are completely separatedfrom adjacent tissues by a peripheral layer ofSchwann-like cells and continuous basement membrane.This topographic distribution seems to be strategic and suggestsa role of glial cells and extracellular matrix in migrationand differentiation processes of undifferentiated neuroblasts.A similar distribution pattern between glialcells/extracellular matrix and neuroblasts can be observedin neuroblastomas exhibiting a microscopic nodular growthpattern, providing additional evidence that neuroblastomarepresents an arrest in the differentiation/maturation of cellsduring the ontogenesis of the human peripheral sympatheticnervous system. Although it is commonly believed thatSchwann cells in neuroblastoma arise from cells “infiltratingneoplasia”, arising from peripheral nerves adjacent tumor,our ontogenetic findings suggest that the glial cell componentof neuroblastoma derives from that normally associ-

514G. Magro, S. Grasso: Le cellule gliali nell’ontogenesi del sistema nervoso periferico ortosimpatico umanoated with developing neuroblasts. We discuss the normal developmentof the three lineages of the human peripheralsympathetic nervous system (gangliar, neuroendocrine orchromaffin, and glial), with special emphasis on glial cellsand extracellular matrix components and on the comparisonbetween ontogenesis and neuroblastoma.Bibliografia1. LeDourain NM, Baron-Van evercooren A et al (1992) Newinsights into development of neural crest derivates. Int RevCytol 138:269-3142. Hoehner JC, Gestblom C, Hedborg F et al (1996) A developmentalmodel of neuroblastoma: differentiating stroma-poortumors’ progress along an extra-adrenal chromaffin lineage.Lab Invest 75:659-6753. Hoehner JC, Hedborg F, Eriksson L (1998) Developmentalgene expression of sympathetic nervous system tumors reflectstheir histogenesis. Lab Invest 78:29-454. Magro G, Grasso S, Villari L et al (1995) Profilo immunofenotipicodei neuroblasti e delle cellule gliali di supportodurante lo sviluppo umano e nei neuroblastomi.Pathologica 87:45. Magro G, Ruggieri M, Fraggetta F et al (2000) Cathepsin Dis a marker of ganglion cell differentiation in the developingand neoplastic human peripheral sympathetic nervous system.Virchows Arch 437:406-4126. Cooper MJ, Hutchins GM, Israel MA (1990) Histogenesis ofthe human adrenal medulla. An evalution of the ontogenychromaffin and nonchromaffin lineages. Am J of Pathol137:605-6157. Tischler AS (1992) Paraganglia. In: Sternberger SS (ed)Histology for Pathologists. Raven Press, New York, pp 363-3798. Magro G, Grasso S (1997) Immunohistochemical identificationand comparison of glial cell lineage in foetal, neonatal,adult and neoplastic human adrenal medulla. Histochem J29:293-2999. Turkel SB, Itabashi HH (1974) The natural history of neuroblasticcells in the fetal adrenal gland. Am J Pathol 76:225-24410. Lauriola L, Sentinelli S, Maggiano N et al (1986) Glial-likecells in sympathetic neural crest derivatives during humanembryogenesis. Detection by S-100 immunohistochemistry.Dev Brain Res 393:69-7411. Iwanaga T, Fujita L (1984) Sustentacular cells in the fetal humanadrenal medulla are immunoreactive with antibodies tobrain S-100 protein. Cell Tissue Research 236:733-73512. Magro G, Grasso S, Emmanuele C (1995) Immunohistochemicaldistribution of S-100 protein and type IV collagenin human embryonic and fetal sympathetic neuroblasts.Histochem J 27:694-70113. Chernousov MA, Carey DJ (2000) Schwann cell extracellularmatrix molecules and their receptors. Histol Histopathol15:593-60114. Dziadek M, Edgard D, Paulsonn M et al (1986) Basementmembrane proteins produced by Schwann cells and in neurofibromatosis.Ann NY Acad Sci 486:24815. Haraida S, Nerlich AG, Bise K et al (1992) Comparison ofvarious basement membrane components in benign and malignantperipheral nerve tumors. Virchows Arch 421:331-33816. Jaakkola S, Peltonen J, Riccardi V et al (1989) Type 1 neurofibromatosis:selective expression of extracellular matrixgenes by Schwann cells, perineural cells and fibroblasts inmixed cultures. J Clin lnvest 84:25317. Peltonen J, Jaakkola S, Hsiao LL et al (1990) Type VI collagen.In situ hybridizations and immunohistochemistry reveal abundantmRNA and protein levels in human neurofibroma, Schwannomaand peripheral nerve tissues. Lab Invest 62:487-49218. Schleicher E, Wagner E, Olgemoller B et al (1989) Characterizationand localization of basement membrane associatedheparan sulfate proteoglycan in human tissues. Lab Invest61:323-33219. Achilles E, Padberg BCP, Holl K et al (1991) Immunocytochemistryof paragangliomas value of staining for S-100 proteinand glial fibrillary acid protein in diagnosis and prognosis.Histopathology 18:453-45820. Lauriola L, Maggiano N, Sentelli S et al (1985) Satellite cellsin the normal adrenal gland and in pheochromocytomas. Animmunohistochernical study. Virchows Archiv 49:13-2121. Lloyd RV, Blaivase M, Wilson BS (1985) Distribution ofchromogranin and S-100 protein in normal and abnonnaladrenal medullary tissues. Arch Path Lab Med 109:633-63522. Unguer P, Hoffinan K, Pertsemlidis D et al (1991) S-100-proteinpositive sustentacular cells in malignant and locally aggressiveadrenal pheochromocytomas. Arch Path Lab Med115:484-48723. Baynash AG, Hosoda K, Giaid A et al (1994) Interaction ofendothelin-3 with endothelin-B receptor is essential for developmentof epidermal melanocytes and enteric neurons.Cell 30:1277-128524. Edery P, Attie T, Amiel J (1996) Mutation of the endothelin-3 gene in the Waardenburg-Hirschsprung disease (Shah-Waardenburg syndrome). Nat Genet 12:442-44425. Gariepy CE, Williams SC, Richardson JA et al (1998)Transgenic expression of the endothelin-B receptor preventscongenital intestinal aganglionosis in a rat model ofHirschsprung disease. J Clin Invest 102:1092-10126. Kapur RP, Sweetser DA, Doggett B et al (1995) Intercellularsignals downstream of endothelin receptor-B mediate colonizationof the large intestine by enteric neuroblasts.Development 121:3787-379527. Gershon MD (1998) V. genes, lineages and tissue interactionsin the development of the enteric nervous system. Am JPhysiol 275:869-87328. Lang D, Chen F, Milewski R et al (2000) Pax3 is required forenteric ganglia formation and functions with Sox10 to modulateexpression of c-ret. J Clin Invest 2000 106:963-7129. Wartiovaara K, Salo M, Sariola H (1998) Hirschsprung’s diseasegenes and the development of the enteric nervous system.Ann Med 30:66-7430. Martucciello G, Ceccherini I, Lerone M et al (2000) Pathogenesisof Hirschsprung’s disease. J Pediatr Surg 35:1017-102531. Cocchia D, Michetti F (1981) S100 antigen in satellite cellsof the adrenal medulla and the superior cervical ganglion ofthe rat. Cell Tissue Research 215:103-11232. Britsch S, Goerich DE, Riethmacher D et al (2001) The transcriptionfactor Sox10 is a key regulator of peripheral glialdevelopment. Genes Dev 15:66-7833. Pingault V, Guiochon-Mantel A et al (2000) Peripheral neuropathywith hypomyelination, chronic intestinal pseudo-obstructionand deafness: a developmental “neural crest syndrome”related to a SOX10 mutation. Ann Neurol 48:671-676

G. Magro, S. Grasso: Le cellule gliali nell’ontogenesi del sistema nervoso periferico ortosimpatico umano 51534. Topilko P, Murphy P, Charnay P (1996) Embryonic developmentof Schwann cells: multiple roles for neuregulins alongthe pathway. Mol Cell Neurosci 8:71-7535. Bronner-Fraser M. (1987) Perturbation of cranial neural crestmigration by the HNK-1 antibody. Dev Biol 123:321-33136. Bronner-Fraser M, Lallier T (1988) A monoclonal antibodyagainst a lamin-heparan sulfate proteoglycan complex perturbscranial neural crest migration in vivo. Journal CellBiology 106:1321-132937. Henderson DJ, Copp AJ (1997) Role of the extracellular matrixin neural crest cell migration. J Anat 191:507-51538. Jessen KR, Brennan A, Morgan L (1994) The Schwanncell precursor and its fate: a study of cell death and differentiationduring gliogenesis in rat embryonic nerves. Neuron12:509-52739. Lofberg J, Ahlfors K, Fallstrom C (1980) Neural crest cell migrationin relation to extracellular matrix organization of theembryonic axolotl trunk. Dev Biol 75:148-16740. Lofberg J, Nynas-McCoy A, Olsson C et al (1985) Stimulationof initial neural crest cell migration by tissue grafts andextracellular matrix transplanted on microcarriers. Dev Biol107:4442-445941. Newgreen DF (1989) Physical influence on neural crest cellmigration in avian embryos: contact guidance and spatial restriction.Dev Biol 131:136-14842. Perriis R, Bronner-Fraser M (1989) Recent advances in definingthe role of the extracellular matrix in morphogenesis.Commun Dev Neurobiol 136:222-23843. Perris R, Kuo HJ, Glanville RW et al (1993) Collagen type VIin neural crest development:distribution in situ and interactionwith cells in vivo. Dev Dyn 198:135-14944. Perris R (1997) The extracellular matrix in neural crest-cellmigration. Trends Neurosci 20:23-3145. Duband JL, Tbiery JP (1987) Distribution of laminin and collagensduring avian neural crest development. Development101:461-48746. Fujimoto T, Hata J, Yokoyama S et al (1989) A study of theextracellular matrix protein as the migration pathway of neuralcrest cells in the gut: analysis in human embryos with specialreference to the pathogenesis of Hirschsprung’s disease.J Pediatric Surg 24:550-55647. Sadaghiani B, Crawford BJ, Vilekind JR (1994) Changes inthe distribution of extracellualr matrix components duringneural crest development in Xenophophorus spp. embryos.Canadian Journal of Zoology 72:1340-135348. Tsokos M, Scarpa S, Ross RA et al (1987) Differentiation ofhuman neuroblastoma recapitulates neural crest development.Study of morphology, neurotransmitter enzymes, and extracellularmatrix proteins. Am J Pathol 128:484-49649. Joshi VV, Cantor AB, Altshuler G (1992) Recommendationsfor modification of terminology of neuroblastic tumors andprognostic significance of Shimada Classification. Cancer69:2183-219650. Trojanowski JQ, Molenaar WM, Baker DL et al (1991)Neural and neuroendocrine phenotype of neuroblastomas,ganglioneuroblastomas, ganglioneuromas and mature versusembryonic human adrenal medullary cell. Advances inNeuroblastoma Research 3:335-34l51. Kelly DR, Joshy VV (1996) Neuroblastoma and relatedtumors. In: Parham DM (ed) Pediatric Neoplasia. Morphologyand biology. Lippincott Raven, Philadelphia, pp105-15252. Hedborg JC, Ohlsson R, Sandstedt B (1995) IGF2 expressionis a marker for paraganglionic/SIF cell differentiation in neuroblastoma.Am J Pathol 146:833-84753. Beckwitt BJ, Perrin EV (1963) In situ neuroblastomas: a contibutionto the natural history of neural crest tumors. Am JPathol 43:1089-110554. Guin GH, Gilbert EF, Jones B (1969) Incidental neuroblastomain infants. Am J Clin Pathol 51:126-13655. Ikeada Y, Lister J, Bouton JM et al (1981) Congenital neuroblastoma,neuroblastoma in situ, and the normal fetal developmentof the adrenal gland. J Pediatric Surgery16:636-64456. Ciccarone V, Spengler BA, Meyers MB et al (1989) Phenotypicdiversification in human neuroblastoma cells: expression ofdistinct neural crest lineage. Cancer Res 49:219-22557. Cooper MJ, Grover MII, Robert JM et al (1990b) β-2-microglobulinexpression in human embryonal neuroblastomareflects its developmental regulation. Cancer Res 50:3694-370058. Goji J, Nakamura H, Ito H et al (1995) Expression of c-ErbB2in human neuroblastoma tissues, adrenal medulla adjacent totumor, and developing mouse neural crest cells. Am J Pathol146:660-67359. Krajewski S, Chatten J, Hanada M et al (1995) Immunohistochemicalanalysis of the Bcl-2 oncoprotein in human neuroblastomas.Comparison with tumor cell differentiation andN-Myc protein. Lab Invest 71:42-5460. Arap S, Novaretti JP, Srougi M et al (1982) Transformation ofneuroblastoma into ganglioneuroma. Presentation of 2 cases.Arch Esp Urol 35:125-13061. Bolande RP (1985) Spontaneous regression and cytodifferentiationof cancer in early life. The oncogenic grace period.Surv Synth Pathological Research 4:296-31162. Dyke PC, Mulkey DA (1967) Maturation of ganglioneuroblastomato ganglioneuroma. Cancer 20:1343-134963. Everson TC (1964) Spontaneous regression of cancer. AnnNY Acad Sci 114:721-73564. Foz F, Davidson J, Thomas et al (1959) Maturation of sympathicoblastomainto ganglioneuroma. Cancer 12:108-11665. MacMillan RW, Blanc WB, Santulli TV (1976) Maturation ofneuroblastoma to ganglioneuroma in lymph nodes. J PediatrSurg 11:461-266. Hachitanda Y, Nakagawara A, Nagoshi M, Tsuneyoshi M(1992) Prognostic value of N-myc oncogene amplificationand S-100 protein positivity in children with neuroblastic tumors.Acta Pathologica Japonica 42:639-64467. Pelc S, Gompel C, Simonet ML (1986) S-100 protein expressionin satellite and Schwann cells in neuroblastoma. An immunohistochemicaland ultrastructural study. Virchows Arch51:487-49568. Shimada H, Chatten J, Newton WH et al (1984) Recommendationfor modification of terminology of neuroblastic tumorsand prognostic significance of Shimada classification: a clinico-pathologicstudy of 213 cases from the Pediatric OncologyGroup. Cancer 69:2183-219669. Ambros IM, Ambros PF (1995) Schwann cells in neuroblastoma.Eur J Cancer 31:429-43470. Hachitanda Y, Tsuneyoshi M (1994) Neuroblastoma with adistinct organoid pattern: a clinicopathologic, immunohistochemical,and ultrastructure study. Hum Pathol 25:67-7271. Shimada H, Aoyama C, Cbiba I et al (1985) Prognostic subgroupsfor undifferentiated neuroblastoma: immunohisto-

516G. Magro, S. Grasso: Le cellule gliali nell’ontogenesi del sistema nervoso periferico ortosimpatico umanochemical study with anti-S-100 protein antibody. Hum Pathol16:471-47672. Magro G, Grasso S, Emmanuele C et al (1995) Supportingcells in neuroblastonia with an organoid pattern mimic thoseobserved in normal development. Neuropathol ApplNeurobiol 21[suppl 1]:4673. Nagoshi M, Tsuneyoshi M, Enjoji M (1992) S-100 positiveundifferentiated neuroblastomas with a special reference tothe tumor stroma related to favorable prognosis. PathologyResearch and Practice 188:273-28374. Ambros IM, Zellner A, Roal B et al (1996) Role of ploidy,chromosome 1p, and Schwann cells in the maturation of neuroblastoma.New Engl J Med 334:1505-151175. Brodeur GM (1996) Schwann cells as antineuroblastomaagents. N Engl J Med 334:1335-133876. Huang D, Rutkowski JL, Brodeur GM et al (2000) Schwanncell-conditioned medium inhibits angiogenesis. Cancer Res60:5966-597177. Pahlman S, Hoehner JC, Nanberg E et al (1995) Differentiationand survival influences of growth factors in human neuroblastoma.Eur J Cancer 31:453-458