Suivi de la dynamique du phytoplancton en Manche orientale

Valentine SZRAMA
Etude de la dynamique du phytoplancton en Manche orientale
Promotion 54
SAI 2019
ISA Lille
48 Boulevard Vauban
59046 Lille cedex
RAPPORT DE STAGE ASSISTANT INGENIEUR
Suivi de la dynamique du phytoplancton en Manche Wimereux orientale
Pour la validation du stage SAI
Tuteur de stage : Luis Felipe Artigas
Enseignant référent : Jérôme Follet
Laboratoire d’Océanologie
et de Geosciences
28 avenue Foch
Wimereux
Laboratoire d’Océanologie
et de Geosciences
28 avenue Foch
Source : https://deepoceanfacts.com/function-of-the-phytoplankton-in-ocean-ecosystem
Valentine SZRAMA
Cycle ingénieur - 54 17 Juin – 13 Septembre 2019

Valentine SZRAMA
Etude de la dynamique du phytoplancton en Manche orientale
Promotion 54
SAI 2019

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Etude de la dynamique du phytoplancton en Manche orientale
Promotion 54
SAI 2019
Résumé
Le Laboratoire d’Océanographie et de Géosciences (LOG) est l’une des unités de recherche du
Centre National de la Recherche Scientifique (CNRS), installée à Wimereux (Pas-de-Calais), au
bord de la Manche. Il étudie la dynamique du phytoplancton, défini comme l’ensemble des
organismes végétaux vivant en suspension dans l’eau. Le LOG décrit la structure et la variabilité
spatio-temporelle des communautés, travaillant ainsi à la compréhension de la biodiversité, de
ses processus et interactions dans les écosystèmes marins. Cet axe de recherche s’inscrit dans le
contexte de réchauffement climatique, phénomène principalement dû aux émissions
anthropiques de gaz à effet de serre dans l’atmosphère, tel que le CO 2 . Une partie de ce gaz est
absorbée dans l’océan sous forme dissoute. Or, le phytoplancton est un organisme
photosynthétique essentiel à l’absorption et à la transformation en oxygène des émissions de CO 2 .
Son évolution fait donc l’objet d’une veille mondiale, attention renforcée par le fait que le
phytoplancton est à la base du réseau trophique, ce qui en fait un témoin vivant des modifications
critiques des écosystèmes marins.
L’évolution des méthodes d’analyse de la dynamique du phytoplancton peut être questionnée :
c’est l’objet de cette étude qui présente en premier lieu les méthodes dites manuelles
(actuellement utilisées) puis décrit les processus (méthodes et instruments) permettant une
automatisation progressive. Elle aborde notamment les techniques de fluométrie auquel le LOG a
recours pour un suivi efficace de la dynamique du phytoplancton.
. Les résultats issus de ces analyses seront exposés.
Au cours de la campagne de prélèvements en mer (janvier-juillet 2019), les échantillons ont été
recueillis près d’un estuaire et dans une zone côtière, mettant en évidence une dynamique
spatiale. Une dynamique temporelle est également observée : des variations à la hausse de
population correspondent à des blooms, prolifération saisonnière suivie d’une accumulation
massive d’une espèce.
Enfin, une attention spécifique est donnée à l’évolution des populations de Phaeocystis (algue
nanoplactonique) car cette espèce en floraison produit des conséquences néfastes aux
écosystèmes.
MOTS CLES : Phytoplancton, dynamique, blooms, fluométrie, Manche

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Resume
The Laboratoire d'Océanographie et de Géosciences (LOG) is one of the research units of the Centre
National de la Recherche Scientifique (CNRS), based in Wimereux (Pas-de-Calais), on the banks of the
English Channel. It studies the dynamics of phytoplankton, defined as all plant organisms living in
suspension in the water. The LOG describes the structure and spatio-temporal variability of these
communities, thus working to understand biodiversity, its processes and interactions in marine
ecosystems. This line of research is in line with global warming, a phenomenon mainly due to
anthropogenic emissions of greenhouse gases into the atmosphere, such as CO 2 . Some of this gas is
absorbed into the ocean in dissolved form. Phytoplankton is a photosynthetic organism that is
essential for the absorption and transformation of CO 2 emissions into oxygen. Its evolution is therefore
the subject of worldwide monitoring, an attention reinforced by the fact that phytoplankton is at the
base of the trophic network, making it a living witness to the critical modifications of marine
ecosystems.
The evolution of methods for analysing phytoplankton dynamics can be questionned: this study
presents the so-called manual methods currently in use and then the evolution of these methods
towards automation. The processes (methods and instruments) that allow efficient monitoring of
phytoplankton dynamics at LOG, notably using fluometry techniques, will be discussed. The results of
these analyses will be presented.
During the offshore sampling campaign (January-July 2019), samples were collected near an estuary
and in a coastal zone, highlighting spatial dynamics. A temporal dynamic is also spotted: upward
population variations correspond to blooms, seasonal proliferation followed by a massive
accumulation of a species.
Finally, specific attention is given to the evolution of Phaeocystis (nanoplactonic algae) populations, as
this species in bloom produces harmful consequences for ecosystems.
KEYWORDS: phytoplankton, dynamics, bloom, fluorometry, English Channel

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Remerciements
Je tiens ici à remercier l’ensemble des personnes qui, à divers titres, m’ont permis de passer huit
passionnantes semaines en stage au Laboratoire d’Océanologie et de Géoscience (UMR 8187 LOG)
de Wimereux (Pas-de-Calais).
En premier lieu, ma reconnaissance va à l’ISA, à son directeur M. Christophe Fachon, à son
directeur de l’enseignement M. Joop Lensink, qui, chaque année, tiennent à nous plonger dans
le monde professionnel et nous donnent ainsi l’opportunité de découvrir en cours de formation
les réalités du terrain.
Je souhaite également remercier Mme Sophie Dupont-Wargniez, responsable du cycle ingénieur,
qui m’a conseillée et soutenue tout au long de la phase de recherche du stage, ainsi que Mme
Véronique Buniowski, assistante des études, qui a veillé à sa bonne gestion administrative.
J’adresse ensuite mes remerciements au Dr Luis Felipe Artigas qui, en dépit, de mon manque
d’expérience, a accepté que je rejoigne son équipe du LOG, y a veillé à mon intégration et a su
trouver le temps de me conseiller durant le stage puis la rédaction de mon rapport.
Je remercie chaleureusement le Dr Jerôme Follet, enseignant chercheur à l’ISA, qui a su m’aider à
ordonner l’ensemble des informations recueillies et à structurer mon rapport de stage.
Je suis très reconnaissance à toute l’équipe du LOG pour son accueil, sa disponibilité son esprit de
partage et son attention. Je veux citer ici Mmes Emeline Lebourg, Marie Bruaut et M. Guillaume
Wacquet. Tous m'ont beaucoup appris et aidé pour la réalisation des analyses dont j’étais chargée.
Enfin je tiens à remercier les autres stagiaires du LOG avec lesquels j’ai collaboré pour une partie
des analyses : Emeline Maniez et Corentin Leprince.

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Table des matières
Introduction ............................................................................................................................................................................... 1
Cadre de l’étude ........................................................................................................................................................................ 3
Contexte, problématique et état de l’art ....................................................................................................................... 5
L’océanographie, entre image satellitaire et microscope électronique ................................................... 5
Etat de l’art et exposition de la problématique : le phytoplancton témoin du réchauffement
climatique ............................................................................................................................................................................... 6
Méthodologie et moyens mis en œuvre ........................................................................................................................ 9
1. Méthodologie globale ............................................................................................................................................. 9
2. Moyens scientifiques et techniques traditionnels .................................................................................... 9
3. Nouveaux moyens scientifiques et techniques ....................................................................................... 14
Méthode d’analyse des résultats ......................................................................................................................... 16
Méthode de travail et planning opérationnel ............................................................................................... 17
Présentation et analyse des résultats ......................................................................................................................... 19
Analyses traditionnelles ............................................................................................................................................... 19
Etude de la concentration en chlorophylle a et en phéophytine a contenue dans l’eau de mer
par fluométrie .............................................................................................................................................................. 19
Etude de l’estimation de la concentration de différentes espèces présentes dans l’eau
mesurées par le fluoprob ........................................................................................................................................ 25
Analyses automatisées .................................................................................................................................................. 43
Résultats préliminaires obtenus par le Flow cam ...................................................................................... 43
Discussion et perspectives ............................................................................................................................................... 45
Conclusion ................................................................................................................................................................................ 48
Références ................................................................................................................................................................................ 49
Table des figures ................................................................................................................................................................... 51
Table des équations ............................................................................................................................................................. 53
Liste des sigles et abréviations ...................................................................................................................................... 54
Table des annexes ................................................................................................................................................................ 55
Annexe 1.................................................................................................................................................................................... 56
Annexe 2.................................................................................................................................................................................... 57
Annexe 3.................................................................................................................................................................................... 58
Annexe 4.................................................................................................................................................................................... 59
Annexe 5.................................................................................................................................................................................... 60

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Introduction
Le phytoplancton est constitué de l’ensemble des cyanobactéries et des microalgues (qui sont des
végétaux microscopiques) présentes dans les eaux de surface. Ces espèces dérivent au gré des
courants. (Phenomer, 2013)Le phytoplancton est invisible à l’œil nu, il peut parfois être repérable
sous forme de nappe colorées à la surface de l’eau, dès qu’il est en nombre suffisant (100 000
cellules/litre d’eau). Le phytoplancton est commun dans les eaux marines et les eaux douces. On
dénombre près de 20 000 espèces environs. (Futura Planète, 2017)bre
Producteur de 50% de la formation primaire de l’oxygène mondial, « puits » à carbone
(« pompant » 25% du CO 2 sur terre) essentiel dans le rétrocontrôle du climat global, base des
réseaux trophiques océaniques, le phytoplancton fait donc l’objet de nombreuses études
scientifiques et, au vu des enjeux, d’une véritable veille stratégique. C’est dans ce cadre que
s’inscrit cette étude, consacrée aux outils et méthodes du suivi de la dynamique du phytoplancton
en Manche orientale.
A ce stade, il est utile de rappeler que l’océan fonctionne comme une « machine thermique »
(Geistdoerfer, 2019) : sa capacité calorifique lui permet, non seulement de stocker la chaleur mais
également de « piéger » des gaz comme le CO 2 . Or, ces fonctions sont significativement altérées
par les activités anthropiques. Le rejet excessif de CO 2 et son accumulation notamment générés
par l’industrie et le transport participent au réchauffement climatique, cause d’une hausse des
températures et d’une modification de la composition tant de l’atmosphère que de l’océan.
Cette évolution critique peut avoir une incidence sur l’acidification de l’eau de mer (IFREMER,
2019) et donc sur le processus biologique de la photosynthèse, réalisée par le phytoplancton et
les autres organismes végétaux présents dans les eaux de surface.
Une surveillance étroite de cet espace et de ses bioindicateurs est donc clé. C’est une des missions
principales de l’océanographie, science étudiant les écosystèmes marins et océaniques. Cette
discipline participe à la compréhension de leurs interactions avec l’air, le fond, les continents mais
aussi les organismes qui y vivent. Elle met en relation de nombreux domaines d’études
scientifiques (La cité de la mer, 2012).
En France, le CNRS, Centre National de la Recherche Scientifique, est l’un des principaux acteurs
de la recherche dans le domaine de l’océanographie. Il s’agit d’une institution publique qui
participe à la découverte scientifique dans le but de faire face aux défis de l’époque. La grande
qualité de ses travaux scientifiques est reconnue à l’étranger. Le CNRS encadre les travaux de
nombreux laboratoires de recherche. Spécifiquement pour la recherche en océanographie, les
laboratoires spécialisés sont situés à proximité de stations marines afin de pouvoir bénéficier des
appareils de mesure et de prélèvements nécessaires (CNRS, 2019).
Lieu du stage, le Laboratoire spécialisé en Océanographie et Géosciences (LOG) est une unité de
recherche regroupant l’ensemble des domaines et activités de recherche mises en œuvre à la
Station marine de Wimereux (Pas-de-Calais) et à la Maison de la Recherche en Environnement
Naturel (MRE). Celle-ci rassemble six équipes aux sujets d’études bien distincts.
L’équipe qui a accueilli ce stage et cette étude est spécialisée en « diversité, processus et
interactions dans les écosystèmes marins ». Plusieurs modèles biologiques sont étudiés : le
plancton, les micro-algues benthiques et les macro-algues, mais encore la macrofaune y compris
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les poissons. Le rayon d’étude et de prélèvement s’étend aux écosystèmes côtiers tempérés, avec
la Manche et la Mer du Nord. (CNRS, 2019).
Le maitre de ce stage, le Dr Luis Felipe Artigas, est biologiste spécialisé en écologie
microbiologique et du phytoplancton, il est l’auteur d’une thèse portant sur la dynamique des
populations microbiennes dans une aire néritique soumise à des apports continentaux importants
(Artigas, 1997)
Au sein du LOG, mon rôle opérationnel a consisté en la production de données, ensuite livrées à
l’analyse des chercheurs. Ces données (par exemple : concentration en chlorophylle, taux de
fluorescence, caractéristiques physiques…) sont mises à disposition sous forme de tableaux de
valeurs chiffrées, de courbes et de photographies microscopiques et sont recueillis grâce à des
instruments de mesure tel que le Flow Cam, le Fluoprob, la Fluométrie avec extraction de
chlorophylle a.
Est-il nécessaire de faire évoluer les méthodes d’analyse pour parvenir à un suivi efficient de la
dynamique du phytoplancton en Manche orientale ? La réponse à cette problématique sera
apportée en quatre points :
• la présentation des méthodes manuelles (dites traditionnelles), actuellement en usage au LOG,
puis des perspectives ouvertes par le recours à des méthodes automatisées, à travers
l’exemple du Flow cam, testé au LOG
• Le cadre de l’étude et les éléments le contexte (connaissances actuelles) seront exposés. Pour
chaque type de méthode, traditionnelle et automatisée, la méthodologie employée (processus
et technologies) sera précisée.
• La présentation et une analyse des résultats des échantillons collectés par la station marine.
• La discussion de ces résultats dans le but de dégager des perspectives d’évolution.
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Cadre de l’étude
Fondé en 1939, le Centre National de la Recherche Scientifique (CNRS) est le principal
organisme de recherche public en France et l’un des plus importants au monde : il est doté d’un
budget annuel de 3,3 milliards d’euros, emploie 33 000 collaborateurs dans plus de 200 métiers,
répartis au sein de 1144 laboratoires (CNRS, 2019). Onze prix Nobel et dix titulaires de la médaille
Fields ont été ou sont actuellement membres d’une équipe du CNRS.
Etablissement public à caractère scientifique et technologique, sous la tutelle du ministère de
l’Enseignement supérieur, de la Recherche et de l’Innovation, le CNRS a reçu de l’Etat la mission
de « identifier, effectuer ou faire effectuer, seul ou avec ses partenaires, toutes les recherches
présentant un intérêt pour la science ainsi que pour le progrès technologique, social et culturel du
pays » (décret du 24 novembre 1982).
Cette mission (recherche scientifique, valorisation des résultats, partage des connaissances,
formation à la recherche, contribution à la politique de la recherche) s’exerce dans de nombreux
champs disciplinaires : biologie, chimie, écologie et environnement, Homme et société, ingénierie
et systèmes, mathématiques, nucléaire et particules, physique, sciences de l’information, terre et
Univers.
Depuis l’origine, le CNRS est dirigé par des scientifiques. Son président-directeur général est
actuellement M. Antoine Petit, agrégé de mathématiques, docteur en sciences. Il s’appuie
notamment sur une Direction générale déléguée à la science (DGDS) qui coordonne le travail de
dix instituts, parmi lesquels l’Institut écologie et environnement (INEE). L’INEE développe et
coordonne les recherches dans les domaines de l'écologie et de l'environnement, incluant la
biodiversité et les relations hommes-milieux. Ses différentes équipes de recherche ont pour
objectif commun de « trouver des clefs de compréhension et d’actions afin de concevoir, gérer et
réparer les impacts du changement global, dans l’objectif d’un développement durable et
soutenable » (CNRS 2019).
Ainsi, le CNRS participe donc à l’effort de recherche sur deux plans différents : premièrement,
il contribue à la compréhension des mécanismes, des espèces et des écosystèmes ; deuxièmement,
il procède à la recherche d’actions concrètes, dans le contexte de changement climatique actuel,
qui permettent de comprendre, limiter et remédier aux impacts environnementaux. Ces actions
s’appuient sur la notion de développement durable et soutenable, définie par l’INSEE, il s’agit d’un
« développement qui répond aux besoins du présent sans compromettre la capacité des
générations futures à répondre aux leurs » (Brundtland, 1987).
Unité mixte de recherche (UMR), associée à l’université de Lille et à l’université du Littoral et
la Côte d’Opale (ULCO), le laboratoire d’Océanographie et de Géosciences (LOG) est l’un des
laboratoires du CNRS rattachés à l’INEE et se définit comme « une structure opérationnelle de
recherche ». Il regroupe l’intégralité des activités de recherche qui sont mises en œuvre à la Station
marine et à la Maison de la Recherche en Environnement naturel (MRE), toutes deux installées à
Wimereux (Pas-de-Calais) et en fédère les moyens. Le LOG emploie 130 collaborateurs et dispose
d’un budget de 1.4 M€, hors salaires des permanents (LOG, 2015). Son domaine de recherche
s’étend à plusieurs disciplines (océanologie, biologie, écologie, physique, sédimentologie,
géomorphologie, géologie, tectonique). Le chantier d’études privilégié est la Manche orientale (de
la Baie de Seine au sud de la Mer du Nord). Ce site est considéré comme un modèle des mers dites
« méga-tidales » (marnage supérieur à 8 mètres) et peu profondes.
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Le laboratoire d’Océanographie et de Géosciences (UMR 8587 LOG, dans la nomenclature du
CNRS) est subdivisé en six équipes de recherche. L’équipe 1 est dévolue au domaine de recherche
intitulé DIVersité, processus et interactions dans les ECOsystèmes Marins (DIVECOM). Elle
compte 15 enseignants-chercheurs, professeurs et maîtres de conférences des universités. C’est
au sein de cette équipe que ce stage d’assistante-ingénieur a été effectué durant huit semaines.
La raison d’être de l’équipe est « la connaissance de la biodiversité et la compréhension des
interactions entre les organismes » ; il s’agit plus précisément « de comprendre le fonctionnement
des écosystèmes pour préserver, restaurer ou exploiter durablement les ressources biologiques ».
L’équipe DIVECOM s’intéresse particulièrement « aux processus de la diversité biologique au sein
des réseaux trophiques (c’est-à-dire l’ensemble des chaînes alimentaires) pélagiques (colonnes
d’eau) et benthiques (fond de mer) des écosystèmes marins et, ce, d’un point de vue structurel et
fonctionnel. ».
L’équipe DIVECOM concentre ses travaux en trois thèmes de recherche :
1. Ecologie et diversité microbienne aux interfaces continentales et océaniques (estuaires,
littoral, plumes fluviales, océan côtier) : Manche, Mer du Nord, Atlantique, systèmes
aquatiques tempérés et tropicaux (dont systèmes Amazoniens),
2. Approche à haute résolution temporelle et spatiale de la dynamique phytoplanctonique
par l’utilisation combinée de capteurs semi-automatisés (cyrtométrie en flux à scanning,
fluorescence spectrale, analyse d’image) : successions et « blooms » phytoplanctoniques,
3. Indicateurs d’état et de fonctionnement des écosystèmes marins côtier.
Les activités confiées au sein de l’équipe DIVECOM de l’UMR 8587 LOG dans le cadre de ce stage
ont été circonscrites au thème de recherche 2.
Ces travaux visent à la description de la structure des communautés et leur variabilité spatiotemporelle
- d’une micro-échelle (seconde, µm) à la méso-échelle (décennie, km). Leur enjeu est
la compréhension des liens entre la diversité, la fonction et la production, l’élaboration de modèles
mettant en lumière les interactions trophiques et leur déterminisme, puis la relation de cette
dernière avec les cycles biogéochimiques. Mais aussi l’acquisition de nouvelles connaissances au
sujet des niches écologiques.
Les planctons sont des modèles biologiques particulièrement étudiés. Les tâches
opérationnelles qui m’ont été confiées ont été limitées aux instruments de mesure de la
dynamique du phytoplancton.
Le laboratoire participe à des projets collaboratifs mobilisant, hors CNRS, différentes structures
de recherche (voir annexe 1). De plus, il partage ses données avec différents réseaux français et
européens de veille écologique (voir annexe 2).
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Contexte, problématique et état de l’art
L’océanographie, entre image satellitaire et microscope électronique
Les Hommes explorent et observent les mers et les océans depuis l’Antiquité. Mais, en tant que
science quantifiable, l’océanographie nait officiellement à la fin du XIXe siècle, avec le lancement
de l’expédition écossaise Challenger (1872-1876). Depuis, cette discipline-carrefour a connu des
évolutions majeures au rythme de l’introduction de nouveaux modèles scientifiques, de
techniques d’exploration et d’instruments de mesures toujours plus performants et de
l’émergence de la préoccupation environnementale.
La théorie de la dérive des continents et de la tectonique des plaques (années 1960), a conduit les
scientifiques à une révision des champs de la recherche et des connaissances, notamment en
océanographie physique, géologie marines. La biologie marine a progressé dans ce sillage, grâce
aux explorations conduites le long des dorsales (les chaînes de montagnes sous-marines) puis des
abysses réalisées à l’aide d’engins submersibles : le prélèvement et la description des espèces
alors inconnues, clés de la compréhension des écosystèmes marins, s’en sont suivis. A partir des
années 1970, la performance des instruments de mesure s’est enrichi des progrès de
l’électronique, de l’informatique et de l’imagerie. Ces nouveaux outils numériques ont permis des
avancées scientifiques remarquables :
A ce titre, l’observation des océans par les satellites en orbite géostationnaire et les techniques de
télédétection constituent un tournant pour l’océanographie. Les satellites permettent en effet de
disposer, d’une part, d’une vision instantanée et globale des mers et des océans et, d’autre part,
une couverture de larges zones avec une résolution temporelle élevée. (Geistdoerfer, 2019).
La télédétection rend possible de nombreux sujets d’études tels que l’observation
météorologique, la hauteur des vagues, des directions de leur propagation, la température de l’eau
ou encore de la couleur de la mer. Ces mesures ne prennent néanmoins en compte que la zone
supérieure de la mer (la prise de mesure en profondeur étant impossible par télédétection).
Jusqu’à aujourd’hui, seules les méthodes océanographiques traditionnelles permettent l’étude
complète de toute la colonne d’eau jusqu’au fond. Les chercheurs utilisent à cette fin des bouées
dans le but d’évaluer différents paramètres enregistrés en continu tels que la température de
l’eau, sa turbidité, sa salinité ainsi que les courants. Ces données sont envoyées à des stations
marines situées sur la côte pour analyse (Geistdoerfer, 2019). Là encore, la télétransmission des
données, est un progrès important.
Dans le contexte de réchauffement climatique, la compréhension des interactions entre
atmosphère et océan et leur modélisation est un enjeu stratégique : car l’élévation des
températures est principalement due aux émissions anthropiques de gaz à effet de serre dans
l’atmosphère, dont le dioxyde de carbone. Or, une partie de ce CO 2 est absorbée dans l’océan sous
forme dissoute. Les océans ont donc un rôle primordial dans la régulation du climat. La veille en
différent point de la planète, rendue possible par les outils décrits plus haut est donc l’un des défis
de l’océanographie. (Geistdoerfer, 2019)
La rupture des équilibres océan/atmosphère constitue un risque majeur pour la vie aquatique. En
effet, l’accumulation de gaz carbonique dans les océans provoque leur acidification, phénomène
affectant les organismes qui y vivent, notamment le zooplancton situé à la base du réseau
trophique. Une diminution significative de la population des espèces zooplanctoniques
provoquerait un affaissement de certaines ressources halieutiques. (Laguerre). Le zooplancton se
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nourrit de matière vivante, notamment de phytoplancton. Or une étude (Behrenfeld,
2014) démontre qu’un déséquilibre dans la relation entre proie et prédateur peut créer des
variations significatives : a priori, une menace sur le stock de zooplancton risque d’accroitre
anormalement la population phytoplanctonique.
Etat de l’art et exposition de la problématique : le phytoplancton témoin du
réchauffement climatique
Les scientifiques ont prouvé l’impact positif du phytoplancton dans les dynamiques climatiques
exposées précédemment. Le phytoplancton est un organisme photosynthétique qui absorbe le
CO 2 dissout dans l’eau. La population mondiale de phytoplancton absorbe à hauteur d’un quart les
émissions anthropiques de carbone. Ce gaz carbonique est ensuite transformé par le
phytoplancton en oxygène ainsi qu’en matières organiques. Cette production de O 2 se retrouve
ensuite dans l’atmosphère on estime que 45% de l’oxygène atmosphérique est issu de ce
phénomène photosynthétique phytoplanctonique.
Le phytoplancton est caractérisé comme regroupant l’intégralité des cyanobactéries et des
microalgues. Il s’agit donc d’organismes photosynthétiques qui possèdent de la chlorophylle qui
permet la réalisation de la photosynthèse. La chlorophylle capte l’énergie solaire. Les différentes
ressources du phytoplancton sont la lumière du soleil, le carbone et les sels minéraux qui sont
disponibles car dissous dans l’eau (Phenomer, 2013). Le phytoplancton est situé dans la colonne
d’eau et plus particulièrement dans la zone photique, zone où les rayons du soleil pénètrent
fortement l’eau. Cependant, cette population est divisée en deux au point de vue spatiale, le
phytoplancton est en grande partie pélagique, donc relatif à la colonne d’eau. Une autre partie de
la population est benthiques, c’est-à-dire relative aux espèces du fond de la mer. (Laguerre)DATE
Les scientifiques ont pu recenser plus de 20 000 espèces de microalgues. Il est possible de
classifier le phytoplancton de diverses manières : selon sa taille, sa taxonomie, son cycle de vie,
son régime trophique, sa position dans la colonne d’eau ou selon le milieu physique dans lequel il
évolue. La famille du phytoplancton se divise en de nombreux taxons dont on retient les plus
courants : les chlorophycées, les diatomées, les dinoflagellés, les rhodophycées, les
euglénophycées, les prasinophycées, les dictyophycées ainsi que les cyanobactéries.
Il est essentiel de comprendre le processus de la photosynthèse, qui participe à la transformation
de l’énergie lumineuse en énergie chimique. Par ce biais il permet la synthèse de matière
organique sous forme de sucre. La photosynthèse a lieu au niveau d’organites cellulaire appelés
chloroplastes. Cette dernière utilise du CO 2 ainsi que de l’eau et crée de l’O 2 ainsi que des
molécules organiques. La photosynthèse est divisée en deux phases : la phase claire et la phase
sombre. La phase claire est ici étudiée, elle correspond à l’intégralité des réactions
photochimiques. Elle est nommée phase claire car la lumière est indispensable à la réalisation de
cette phase. Les électrons sont acheminés grâce aux deux photosystèmes : PSI et PSII. Le but est
de produire de l’ATP. ATP est l'abréviation d’adénosine TriPhosphate, c’est une molécule riche en
énergie chimique, utilisée universellement par les cellules pour stocker l'énergie. Les
photosystèmes sont des complexes protéiques qui sont associés à la chlorophylle. (Aquaportail)
La chlorophylle est un pigment qui a la spécificité d’absorber la lumière dans les longueurs d’onde
du visible. Quand un pigment d’une cellule végétale capte un photon équivalent à sa capacité
d’absorption, un des électrons devient excité. Il y a trois voies de transmission de l’énergie : en la
répandant sous forme de photon, en la répandant sous forme de chaleur (ces deux premières voies
de transmissions subissent des pertes d’énergies) ou par résonnance de l’énergie. L’objectif de la
phase claire est de capter de l’énergie sous forme lumineuse via des photons et de la transmettre
grâce à des électrons. Cette phase participe à la formation d’ATP et de NADPH. (Kaiser, 2019).
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Les photosystèmes correspondent à des centres de photorécepteurs positionnés sur les
membranes thylakoïdiennes. Ces photosystèmes sont composés d’une antenne dite collectrice et
d’un centre réactionnel qui est situé au cœur de l’antenne. L’antenne est composée de pigments
divers (chlorophylle a et b et caroténoïde), ceux-ci donnent lieu à l’interception de l’énergie
lumineuse. L’énergie ainsi captée est transférée vers le centre réactionnel. Celui-ci est composé
de nombreux pigments, mais d’uniquement d’une paire de chlorophylle a qui va donner ses
électrons à un accepteur primaire, qui est le premier accepteur constituant la chaine des
accepteurs d’électrons. Ici le photosystème II nous intéresse. À la suite de l’absorption de la
lumière, les électrons sont envoyés vers le complexe de cytochromes. En ce lieu, il cause une
circulation des protons situés dans le stroma vers l’espace inter-thylakoïdien. L’accumulation de
proton provoque la formation d’un gradient de protons qui induit une production d’ATP.
Cependant ce mécanisme peut entraîner des pertes d’énergies. Il existe divers procédés de pertes
d’énergie : par l’émission de fluorescence chlorophyllienne et par un dégagement de
chaleur. (Simon, La photosynthèse, 2009).
Ces pigments se divisent en deux catégories du fait de leur spécificité : la chlorophylle a
correspondant à la matière vivante et les phéopigments caractéristiques de la matière dégradée.
La proportionnalité entre la quantité de matière en suspension vivante et la teneur en
chlorophylle a a été prouvée.
Comme expliqué précédemment la population de phytoplancton est la proie du zooplancton ainsi
que d’autres animaux herbivores. Le reste de la population meurt après quelques jours. Il est alors
possible de retrouver des pigments chlorophylliens sous forme dégradée dans l’eau, ils sont
nommés phéopigments. En fin de cycle, les bactéries et les champignons réalisent une dégradation
de ces phéopigments.
Il existe des variations dans la répartition de la chlorophylle a et des phéopigments en fonction de
la zone de prélèvement. Lieux des mélanges entre eau douce et eau de mer, les estuaires et les
littoraux sont des lieux stratégiques pour le phytoplancton, indicateur de bonne qualité des eaux
L’étude de la dynamique du phytoplancton s’attache au dénombrement des communautés ainsi
qu’à l’observation de leurs préférences et spécificités. La dynamique principale du phytoplancton
est appelée bloom, il s’agit d’une prolifération et d’une accumulation massive d’une espèce ou
d’une population appartenant à un même groupe taxonomique de microalgues à la surface d’un
milieu aquatique. Ces phénomènes sont saisonniers, lorsque les conditions sont optimales ses
proliférations sont visibles, notamment au printemps et à l’automne, mais aussi suite à de fortes
pluies. Cette prolifération peut altérer la couleur de l’océan. Leur concentration peut atteindre
plus de 100 000 cellules par litre.
Le bloom est un indicateur de qualité écologique du milieu mais à partir d’un certain seuil, lorsque
les concentrations sont trop fortes, on parle d’eutrophisation, le milieu subit un déséquilibre. Le
bloom peut résulter de divers facteurs : bons apports en sels minéraux et en lumière : blooms de
bonne santé de l’écosystème, ou apport excessif en nitrate ou en phosphates : bloom de
déséquilibre (issu de l’agriculture). La stagnation des eaux peut également provoquer des
développements massifs de cyanobactéries pouvant être toxiques pour son environnement.
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Etude de la dynamique du phytoplancton en Manche orientale
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Source : http://odnature.naturalsciences.be/emosem/state-of-the-art/english-channel-southern-north-sea.php
FIGURE 1. PHOTOGRAPHIE MICROSCOPIQUE D’UNE COLONIE DE PHAEOCYSTIS GLOBOSA
FIGURE 2. PHOTOGRAPHIE DES DEPOTS DE MOUSSES LIES AU BLOOM DE PHAEOCYSTIS
L’espèce de phytoplancton Phaeocystis globosa a un cycle de vie complexe, composé de diverses
phases : les cellules solitaires se regroupent en colonies, ces microalgues vont sécréter un mucus
qui s’accumule à la surface de l’eau. Dans la Manche orientale, la floraison de Phaeocystis Globosa
colore l’eau, colmate les filets et une mousse blanche est formée pouvant dépasser un mètre de
hauteur au-dessus des vagues. Cette prolifération provoque une modification majeure concernant
le fonctionnement de l’écosystème. C’est pourquoi le l’UMR 8187 LOG mène des études sur la
dynamique de cette espèce, sa prolifération, son cycle de vie mais également sur les nuisances que
cette prolifération provoque. Les blooms sont généralement observables en mai.
Nous pouvons nous interroger sur les processus (outils et méthodes) qui permettent un suivi
efficace de la dynamique du phytoplancton, puit de carbone, source d’oxygène, indicateur de
qualité des eaux et facteur de nuisance.
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Méthodologie et moyens mis en œuvre
1. Méthodologie globale
Afin de réaliser le suivi de la dynamique du phytoplancton, différentes sorties sont effectuées dans
le but de recueillir des données et des échantillons qui seront par la suite analysés au laboratoire.
Dans cette optique, plusieurs machines sont utilisées pour établir différents paramètres et
observer leurs évolutions spatiales et temporelles.
2. Moyens scientifiques et techniques traditionnels
Sorties en mer, prélèvements et mesures directes
Les sorties en mer permettent non seulement des mesures directes in situ mais aussi des
prélèvements d’eau en vue d’analyses ultérieures. Ces dernières ont lieu dans le laboratoire pour
les prélèvements côtiers. Il faut veiller à maintenir l’intégrité de l’eau récoltée, pour cela : les
échantillons sont mis au noir et au froid pour le transport à 4°C. Par la suite, la température de
conservation dépend des techniques des analyses réalisées et du temps de conservation. (Alain
Aminot, 2004)
Notion de prélèvement et d’échantillonnage
Le prélèvement est une opération qui consiste à prendre un certain volume représentatif du
milieu à étudier, ce volume dépend du nombre d’analyses réalisées sur l’échantillon. Le
prélèvement est remonté à bord du bateau à l’aide d’une bouteille de prélèvement. Ensuite a lieu
l’échantillonnage qui consiste à soutirer des fractions de prélèvement. Ces échantillons sont
destinés chacun à une ou plusieurs analyses. Il existe donc cette séquence qui constitue une chaîne
cohérente :
Prélèvement Echantillonnage Conservation Analyse
FIGURE 3. ORGANIGRAMME PRESENTANT LA SEQUENCE DU PRELEVEMENT A L’ANALYSE
Stratégie de prélèvement
Il est important de noter que les milieux marins et plus spécifiquement les milieux côtiers et
estuariens sont soumis à de perpétuelles variations physiques, chimiques ou encore biologiques.
Ce rapport se base sur les échantillons issus de la sortie DYPHYRAD (Dynamique du
PHYtoplancton en RADiale de la Baie de Saint Jean). Chaque sortie comprend 9 stations
d’échantillonnage (R4- R3’- R3- R2’-R2- R1’- R1- R0’- R0). R4 étant le point le plus au large et R0
le point le plus proche de la côte. Sur les points primes, on ne prélève qu’en surface, alors que sur
les autres points on prélève en surface et dans le fond.
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FIGURE 4. CARTE PRESENTANT LES DIFFERENTS POINTS DE PRELEVEMENTS ETUDIES (ENTOURE EN ROUGE)
Equipement du bateau
Le bateau utilisé par le laboratoire pour ces sorties est un ancien chalutier réhabilité et
transformé. Il est équipé d’un treuil hydrographique muni d’un câble d’acier lesté à son extrémité
grâce à la sonde. Pour connaitre de manière précise la profondeur d’immersion des marquages
ont été faites sur ce câble.
Prélèvements et mesures : matériel, méthodes et précautions
Afin d’effectuer les prélèvements d’eau, on utilise une bouteille Niskin. Il
s’agit d’un cylindre en PVC ouvert aux deux extrémités, grâce au câble on
descend la bouteille de prélèvement à la profondeur souhaitée. Un
mécanisme de fermeture à distance à l’aide d’un « messager » permet
d’enfermer le volume d’eau qui pourra ainsi être remonté à bord du
bateau. Le volume de ces bouteilles de prélèvements varie de 5 à 8 litres.
FIGURE 5. PHOTOGRAPHIE SCHEMATIQUE D’UNE BOUTEILLE NISKIN
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Echantillonnage : flaconnage, méthodes et précautions
Le début de l’échantillonnage est effectué au plus tôt dès que la première bouteille de prélèvement
est à bord. Il se réalise grâce à un orifice de vidange, sur lequel est fixé un tube souple pour faciliter
l’échantillonnage. Plusieurs contenants sont remplis, ils sont destinés aux différentes équipes du
laboratoire en fonction des analyses effectuées sur le zooplancton, sur le phytoplancton et sur les
sels nutritifs.
Mesures et détermination
Dans le cadre du suivi de la dynamique du phytoplancton de nombreuses mesures sont réalisées
grâce à différents appareils de mesures.
Fluorimétrie à la suite d’une extraction de chlorophylle a permettant la détermination de la
concentration en chlorophylle a et en phéopigments
Cette méthode permet le suivi à long terme de l’évolution de la concentration en chlorophylle a et
en phéopigments de l’eau de mer. Elle est utilisée par le laboratoire depuis 2011.
La détermination de la chlorophylle a d’un milieu marin permet d’estimer la biomasse
phytoplanctonique de celui-ci. Ce pigment, présent chez l’intégralité des organismes
photosynthétiques aérobiques, est très sensible à la chaleur et est dégradé lorsqu’il est en
présence d’acide. Cette méthode de mesure tire profit de la propriété qu’ont les pigments
chlorophylliens à émettre une fluorescence rouge en présence de lumière bleue ou ultra-violette.
Le fluorimètre utilisé est donc équipé d’une source lumineuse bleue ainsi que d’un filtre
d’excitation bleu (entre 420 et 450 nm) et enfin d’un filtre d’émission rouge (supérieur à 665 nm).
Il est utile de faire une mesure de la fluorescence avant et après acidification.
Des équations sont données pour le calcul de la quantité de chlorophylle a ou de phéophytine a à
partir des mesures de fluorescence avant et après acidification :
[chloro a]( μg ⁄ L
) = Kx ∗ Rmax
V ext
∗ (F0 − Fa) ∗ ∗ facteur de dilution
Rmax − 1 V filtré
ÉQUATION 1 : EQUATION PERMETTANT LA DETERMINATION DE LA CONCENTRATION EN CHLOROPHYLLE A
[phéo a]( μg ⁄ L
) = Kx ∗ Rmax
V ext
∗ ((Rmax ∗ Fa) − F0) ∗ ∗ facteur de dilution
Rmax − 1 V filtré
ÉQUATION 2 : EQUATION PERMETTANT LA DETERMINATION DE LA CONCENTRATION EN PHEOPHYTINE A
Kx correspondant au coefficient de l’étalon réalisé pendant la calibration
R max correspondant à la moyenne des rapports de F0 sur Fa en ayant soustrait le blanc réalisé avec de l’acétone
F0 correspondant à la fluorescence mesurée
Fa correspondant à la fluorescence mesurée après acidification
V ext correspondant au volume analyse
V filtré correspondant au volume passé par le filtre
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Calibration du Fluorimètre
Pour déterminer Kx et Rmax, une calibration du fluorimètre est effectuée chaque année.
De la chlorophylle sous forme de poudre est dissoute dans 100 mL d’acétone à 90%. Après une
dilution totale, il faut déterminer la concentration exacte grâce à la mesure d’absorbance du
spectrophotomètre. Afin de faire le blanc, les deux cuves du spectrophotomètre sont à remplir
avec de l’acétone à 90%. Suite à cela, il est possible de commencer la mesure d’absorbance, pour
cela il faut remplir la cuve spécifique avec la solution mère. Il faut alors regarder les pics à 432 et
410 nm et noter les valeurs d’absorbance correspondants. Il est alors possible de calculer le
rapport :
Absorption 432
Absorption 410
, il doit être proche de 1,25. On utilise ensuite la Loi de Beer-Lambert :
Absorption 665 nm
[Chloro a] g⁄ L =
87,67 ∗ 1 cm
ÉQUATION 3 : LOI DE BEER-LAMBERT
Il faut ensuite enregistrer les données issues de la mesure d’absorbance.
Il est alors possible d’effectuer la gamme étalon. Il est conseillé de faire les solutions étalons une
à une et de les recouvrir de parafilm et d’avoir un distributeur d’acétone afin de limiter
l’évaporation de celui-ci. Après chaque dilution, il faut « vortexer » chaque solution fille, afin de
mélanger de manière homogène les solutions. Une première mesure de fluorescence est effectuée.
Ensuite on acidifie la solution en ajoutant 50µL d’HCL, il est ensuite possible de mesurer la
fluorescence et noter la valeur après acidification. (Annexe 3). Il est utile d’acidifier la solution car
l’acidification permet de détruire les pigments de chlorophylle, les mesures réalisées sur ces
échantillons sont donc des blancs.
Les valeurs de fluorescence sont corrigées du blanc réalisé
au préalable. Il est possible de calculer Rmax pour chaque
échantillon de la gamme étalon, Rmax correspond au
rapport de la fluorescence avant acidification corrigée et
après acidification corrigée. On corrige ces valeurs en
procédant à la soustraction à la fluorescence mesurée du
blanc réalisé avant les mesures. Un Rmax moyen peut
ensuite être calculé pour toute la gamme étalon (ici 1,905).
FIGURE 6. GRAPHIQUE DE LA GAMME ETALON
Il est ensuite possible d’établir la droite d’étalonnage. Grâce à cette droite d’étalonnage, on
détermine Kx qui correspond au coefficient de la droite d’étalonnage (ici 1,0391).
Protocole de mesures, manipulation
Des précautions particulières sont à prendre car la chlorophylle a est fortement dégradable par la
lumière : par conséquent il est important de réaliser les étapes successives de la manipulation à
l’abri de la lumière et de la chaleur. Il est nécessaire de manipuler sous une hotte aspirante (à
cause de l’évaporation possible et nocive pour l’homme de l’acétone) ; le manipulateur doit
également être muni d’une blouse ainsi que de gants. Avant la sortie en mer, il est nécessaire
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d’avoir des flacons de prélèvements opaques et étiquetés mais également une glacière et des pains
de glace.
Une filtration est effectuée par aspiration sous vide. Les filtres sont ensuite placés dans un tube
de stockage sur lequel est indiqué le numéro de l’échantillon. La température de conservation
varie en fonction du temps de stockage souhaité, pour une longue conservation, jusqu’à 3 mois, à
-80°C.
Il faut par la suite préparer les réactifs, Premièrement l’acétone à 90%, puis il faut préparer de
l’HCL 0,3N. Il est alors possible de procéder à l’extraction. Il faut disposer le filtre dans le tube de
pyrex correspondant et y ajouter 4mL d’acétone, par la suite grâce à une baguette de verre, le filtre
est broyé. 4mL d’acétone sont ensuite rajoutés au mélange. Il faut ensuite mettre un bouchon et
le vortexer. Enfin, les tubes sont placés dans un portoir au réfrigérateur à 4°C enveloppés
d’aluminium pendant une nuit.
L’analyse est réalisée le lendemain grâce au fluorimètre.
Il faut veiller à l’allumer ainsi que la centrifugeuse qui est
à régler sur 4°C et attendre que celle-ci refroidisse. Il
faut par la suite placer les échantillons dans les godets
de la centrifugeuse en veillant à bien les équilibrer, puis
centrifuger à trois mille rotations par minute pendant
quinze minutes.
FIGURE 7.PHOTOGRAPHIE DU FLUOROMETRE
Pour débuter l’analyse, il est nécessaire de sortir un godet à la fois et le placer dans la glacière.
Dans chaque échantillon, il faut prélever cinq millilitres de surnageant en veillant à ne pas prélever
de morceau de filtre. Après avoir placé le tube dans le fluomètre, la valeur F0 (avant acidification)
est indiquée par le fluomètre, à la suite de la stabilisation de cette valeur, elle est à noter sur le
cahier du laboratoire. A postériori, il est nécessaire de transvaser le contenu du tube dans un
autre, il faut ajouter deux millilitres d’HCL, il convient d’attendre deux minutes dans le but que la
valeur Fa se stabilise (après acidification), la valeur peut ensuite être relevée (Voir la
schématisation de la manipulation en annexe 4).
Fluoroprobe
Le fluoroprobe permet la mesure de la concentration
des échantillons d’eau de mer en chlorophylle a et la
détermination des groupes d’algues présents dans les
prélèvements. L’eau des prélèvements est à placer
dans une cuve avec un agitateur magnétique. Suite au
positionnement dans l’appareil et au
repositionnement du cache, des LEDs diffusent à des
longueurs d’ondes différentes ce qui engendre une
réponse sous forme de fluorescence du phytoplancton.
FIGURE 8. PHOTOGRAPHIE DU FLUOPROB
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L’identification du groupe taxonomique présente dans l’échantillon est ensuite possible grâce à 4
empreintes correspondant à Bluegreen, ce qui correspond aux cyanobactéries photosynthétiques,
Diatomées, Cryptophytes, organismes vivants unicellulaires et Phaeocystis. Le fluoroprobe peut
être utilisé en immersion lors de campagnes océanographiques. Il effectue 80 mesures en 2
minutes.
3. Nouveaux moyens scientifiques et techniques
Flowcam
Technologie automatisée récente et, le flow cam permet l’étude des organismes microscopiques
présents dans l’eau. Le flow cam est relié à un ordinateur qui contient un logiciel permettant la
gestion du flow cam ainsi que l’acquisition des photographies. Il s’agit d’un système permettant
de prendre des photos des particules contenues dans un échantillon. Il permet également
d’évaluer la concentration ainsi que la taille des particules. Les images permettent en aval
d’identifier et de classer les particules présentes dans les échantillons.
FIGURE 9. PHOTOGRAPHIE DU FLOW CAM
FIGURE 10. PHOTOGRAPHIE DE LA CELLULE DE FLUX, DE LA POMPE SERINGUE ET DE L’OBJECTIF
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FIGURE 11. SCHEMA DE LA COMPOSITION ET DU FONCTIONNEMENT DU FLOW CAM
Le logiciel permet la mise en place de l’objectif qui va être utilisé pour l’analyse de léchantillon et
de la seringue qui permet de créer un flux avec l’échantillon. Il existe 3 objectifs différents qui
permettent l’analyse des échantillons à 3 différents grossissements : x4, x10, x20x. Pour chaque
grossissement est associé un objectif, une pompe seringue et une cellule de flux. Les seringues et
les cellules de flux sont associées car elles permettent la mise en place d’un flux avec une vitesse
particulière permettant la prise de photographie nette en fonction de l’objectif.
Il est impératif que l’objectif soit le plus propre possible. La pompe seringue peut donc être
installée. Il faut par la suite sélectionner la taille de la pompe seringue.
La mise en place de la cellule de flux est donc possible. Il suffit de connecter les tubes inférieurs et
supérieurs à la cellule de flux et connecter le haut du tuyau supérieur à la vis supérieure puis
connecter le tuyau inférieur au port de la pompe seringue. Ensuite il faut placer la cellule de flux
dans son bloc et mettre en place le dispositif de retenue afin que la cellule soit maintenue en place.
Il est ensuite primordial de réaliser un réglage du focus. Pour cela des billes sont utilisées. La
largeur de ces dernières varie selon le grossissement utilisé. En appuyant sur le bouton Autofocus,
on commence l’étape du passage des billes : pour cela il faut d’abord placer un embout de pipette
dans l’orifice d’introduction de l’échantillon qui est situé en haut du flow cam et ajouter au moins
500µL de billes. Les billes vont passer à l’écran et devenir de plus en plus nettes.
Afin de débuter une acquisition, il faut régler un contexte d’acquisition. Ces derniers sont
préalablement enregistrés dans l’ordinateur, il suffit de charger le contexte correspondant au
grossissement utilisé. La numérisation des échantillons peut débuter : il faut remplir l’embout de
la pipette situé en haut du flow cam avec l’échantillon à analyser préalablement agité. Le volume
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analysé dépend du grossissement utilisé pour l’analyse de l’échantillon. Il faut par la suite ouvrir
le répertoire et créer un dossier portant la date du jour. Le nom du dossier par échantillon contient
diverses informations : la station de prélèvement, la date et l’objectif.
L’échantillon va ainsi être aspiré dans la pompe seringue créant un flux dans la cellule de flux,
l’objectif va prendre des photos des particules qui vont passer à travers cette dernière. Il faut
veiller à remplir de nouveau l’embout de pipette.
Méthode d’analyse des résultats
Fluorimétrie à la suite d’une extraction de chlorophylle a permettant la détermination de la
concentration en chlorophylle a et en phéopigments
Le fichier Excel d’analyse des résultats reprend les valeurs de janvier 2019 à juillet 2019. Chaque
sortie est répertoriée. Chaque point de prélèvement de surface est présent en triplicata, les points
de prélèvements en profondeur et intermédiaires (identifié par le signe prime) sont présents en
un seul exemplaire. Pour chaque point, la fluorescence avant et après acidification est indiqué,
ainsi que toutes les données permettant de calculer la concentration en chlorophylle a et en
phéopigments (voir formule 1 et 2). Pour les points de surface, une moyenne de la concentration
en chlorophylle a et en phéopigments est réalisée. Il a été possible également de déterminer le
pourcentage de chlorophylle a présente dans l’eau, grâce à une formule :
% chlorophylle a =
Concentration en chlrophylle a
(concentration en chloropyhlle a ∗concentration en phéopigments) ∗ 100
ÉQUATION 4 : DETERMINATION DU POURCENTAGE DE CHLOROPHYLLE PRESENT DANS L’EAU
Cette analyse permet la détermination l’évolution spatiale de la concentration en chlorophylle a et en
phéopigments. Des valeurs sont obtenues pour chaque sortie de chaque mois. Cela permet donc
l’observation de l’évolution spatiale de la biomasse de phytoplancton mort et vivant. Cette analyse
dans un second temps a permis l’observation de l’évolution temporelle sur plusieurs mois de la
concentration en phytoplancton présent dans l’eau.
Fluoprobe
L’analyse des fichiers Excel présentant les données du fluoprobe pour la même période a été
également réalisée. Chaque fichier correspond à une sortie, sur chaque point, 80 mesures
d’estimation de concentration de différentes espèces ont été effectuées (Bluegreen, Diatomées,
Cryptophyte, Phaecystis, et les substances dégradées en suspension). Sur ces 80 mesures, une
moyenne est établie. Le Fluoprobe effectue également une estimation de la concentration totale
en éléments dans l’eau. Le pourcentage de chaque taxon présent dans l’eau peut donc être
représenté graphiquement. Comme expliqué précédemment, Phaeocystis est une espèce pouvant
être toxique, le fluoprobe nous permet de réaliser un suivi spécifique de la dynamique spatiale et
temporelle de cette espèce.
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Flow cam
Les données du Flow cam ne sont pas analysées. Un outil d’analyse est en court de développement
(voir partie perspective) Il n’existe donc pas de méthode d’analyse pour les données obtenues sur
cette période. Ce rapport met donc en lumière que des résultats préliminaires, sous forme de
photographies. On peut néanmoins observer quels types d’espèces sont présents dans l’eau.
Méthode de travail et planning opérationnel
FIGURE 12. REPRESENTATION SCHEMATIQUE DE L’ORGANISATION DU TRAVAIL
Des prélèvements sont effectués par l’équipe du laboratoire, une sortie est prévue toutes les 2
semaines (1). Les prélèvements sont effectués du large à la côte. Le nombre de points de
prélèvements dépend majoritairement des conditions météorologiques. Lorsque les bouteilles
Niskin sont remontées à bord, l’équipage effectue un premier échantillonnage (2). Par la suite, au
laboratoire il est possible d’effectuer un sous-échantillonnage (3). Ces sous-échantillons sont
distribués aux différentes équipes, une est spécialisée en sels minéraux (4), c’est-à-dire le milieu
de vie et deux autres spécialisées dans le zooplancton (5) et le phytoplancton (6). Les mesures
sont alors effectuées sur 3 machines distinctes. Premièrement elles sont passées au fluoprob (7)
qui permettra d’obtenir, après passage des données brutes dans un logiciel spécifique à l’analyse
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des données, une estimation de la concentration de certaines espèces de phytoplancton (8).
Ensuite il est possible de les passer aux Flow cam (9) qui va photographier chaque particule (10).
Chaque photographie de ces particules est ensuite analysée et une cinquantaine de paramètres
établis, grâce à ceux-ci une classification des espèces est possible (12). Enfin, il est possible de
filtrer l’eau de mer issue des prélèvements (13), leur contenu peut être analysé par fluométrie
(14), cette technique permet d’obtenir le taux de fluorescence avant et après acidification (15),
qui permettent de déterminer le taux de chlorophylle et de phéopigments (16), et donc de
déterminer le pourcentage de chlorophylle a (17).
Tâches 8h 9h 10h 11h 12h 13h 14h 15h 16h 17h 18h
Prélèvements en zone cotière
Préparation du matériel
Prélèvements
Echantillonnage
Sous-échantillonnage
Analyses
Fluoroprob
Flow cam
Fluométrie
FIGURE 13. PLANNING ORGANISATIONNEL
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Présentation et analyse des résultats
Ce stage a pour objet d’étude l’évolution des méthodes d’analyses permettant d’obtenir un suivi
efficient de la dynamique du phytoplancton en Manche orientale. Les données présentées cidessous
sont issues des valeurs mesurées à partir des différents échantillons réalisés lors de
sorties de janvier à juillet 2019. Afin d’analyser la dynamique phytoplanctonique, ces échantillons
ont été analysés grâce à divers appareils de mesures dont l’intérêt d’utilisation en termes d’analyse et
dont le fonctionnement ont été expliqué dans la partie précédente.
Ce rapport présente la dynamique phytoplanctonique en Manche Orientale obtenue par le biais
d’appareils de mesures dits traditionnels qui permettent :
• L’étude de la concentration en chlorophylle a et en phéophytine a contenue dans l’eau de mer
grâce à la fluométrie
• L’estimation de la concentration de différentes espèces présentes dans l’eau grâce au fluoprob.
En outre, de nouvelles méthodes permettant une analyse plus rapide et automatisée sont possibles :
ce rapport met en valeur des résultats préliminaires obtenus en laboratoire avec le Flow cam.
1. Analyses traditionnelles
Etude de la concentration en chlorophylle a et en phéophytine a contenue dans l’eau de mer
par fluométrie
Chaque mois, plusieurs sorties en mer sont entreprises. Elles permettent de prélever en de
nombreux points (dits stations) répartis du large vers la côte. Il existe 9 stations de prélèvements
différentes pour les prélèvements effectués en surface et 5 pour les prélèvements effectués en
profondeur. Ces données permettent, notamment, l’étude de concentration en chlorophylle a et
en phéophytine a ; ces données permettent dans un premier temps d’évaluer la dynamique
spatiale de la population phytoplanctonique et dans un second temps la dynamique temporelle de
la population phytoplanctonique.
L’évolution de la concentration en chlorophylle a dans l’eau est un indicateur de la quantité de
phytoplancton vivant présent sur le site de prélèvement. La concentration en phéophytine a est
un indicateur de la quantité de phytoplancton mort présent sur le site de prélèvement.
Dynamique spatiale
La concentration en chlorophylle a et en phéophytine a ont été représentés en fonction des
différents points de prélèvements qui vont de la côte (R0) au large (R4). Le pourcentage de
chlorophylle a présent dans l’eau est aussi présenté, ces valeurs permettent d’évaluer la vitalité
de la population phytoplanctonique.
Le graphique (ci-après) présente l’évolution de la concentration en chlorophylle a, en bleu, et en
phéopigments a, en rouge, selon les différents points de prélèvements, relatif à l’axe des
ordonnées de gauche. Il présente aussi le pourcentage de chlorophylle a, en vert, relatif à l’axe des
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Concentration (µg/L)
Pourcentage de chlorophylle
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ordonnées de droite. Le pourcentage de chlorophylle a présent dans l’eau est aussi présenté, ces
valeurs permettent d’évaluer la vitalité de la population phytoplanctonique.
27/03/19 surface
9
8
7
6
5
4
3
2
1
0
R0 R0' R1 R1' R2 R2' R3 R3' R4
Points de prélèvements
100
90
80
70
60
50
40
30
20
10
0
% chlorophylle a Chloro a Phéopigments
FIGURE 14. GRAPHIQUE REPRESENTANT L’EVOLUTION SPATIALE DE LA CONCENTRATION EN CHLOROPHYLLE A,
EN PHEOPHYTINE A AINSI QUE LE POURCENTAGE DE CHLOROPHYLLE A PRESENT DANS L’EAU DES ECHANTILLONS
DE SURFACE SUR LA SORTIE DU 27/03/19
Dans un premier temps, il est utile d’étudier l’évolution spatiale de la concentration en chlorophylle a
présente dans l’eau. Près de la côte, la concentration en chlorophylle a est de 3,28 µg/L, la
concentration au large est de 1,51 µg/L. Une hausse de la concentration en chlorophylle a est
observable entre R1 et R1’ avec des concentrations respectives de 7,39 µg/L et 7,29 µg/L. Il est possible
d’observer une diminution de la concentration en chlorophylle a jusqu’à la côte. On constate que les
marges d’erreur pour cette concentration sont assez élevées. Il y a donc plus de phytoplancton vivant
en points R0’, R1, R1’, puis de moins de moins vers le large.
Ce graphique montre également l’évolution de la concentration dans l’eau en phéophytine a.
Premièrement, il est notable que la concentration en phéophytine a est bien moins importante que la
concentration en chlorophylle a. De plus la répartition spatiale de la côte vers le large de la
concentration en phéophytine a est assez stable : près de la côte la concentration est de de 0,81 µg/L
et au large la concentration est légèrement plus élevée à 1,04 µg/L. Les marges d’erreurs pour ces
concentrations sont assez faibles. Il est possible néanmoins de constater au point R4, le plus au large,
que les concentrations en chlorophylle a et en phéophytine a sont presque équivalentes,
respectivement 1,51 et 1,04 µg/L. Le taux de phytoplancton mort est donc stable selon les différents
points de prélèvements pour cette sortie.
Par ailleurs, ce graphique présente le pourcentage de chlorophylle a présent dans l’eau ; ces données
mettent en valeur la vitalité de la population phytoplanctonique, observable grâce au pourcentage de
chlorophylle a. Plus le pourcentage en chlorophylle a est élevé plus la vitalité est importante. Il est
possible de remarquer que la vitalité phytoplanctonique, pour cette sortie est élevée et stable pour la
majorité des points en partant de la côte, soit les points de R0 à R3, avec une moyenne de vitalité à
20

Concentration (µg/L)
Pourcentage de chlorophylle
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84,94 %. Cependant, une baisse de cette vitalité est observable sur les populations les plus au large,
situées aux points R3’ et R4, qui, respectivement, obtiennent des vitalités de 62,55% et 59,19%.
Il existe deux populations phytoplanctoniques : une de surface, une de fond. Il est donc essentiel
d’étudier ces deux écosystèmes distincts. Les évolutions des populations de surface et de fond
peuvent donc être différentes, les évolutions de concentration de chlorophylle a et de phéophytine
a peuvent donc être différentes et la vitalité de la population phytoplanctonique peut varier.
27/03/19 fond
8
7
6
5
4
3
2
1
0
R0f R1f R2f R3f R4f
Points de prélèvements
120
100
80
60
40
20
0
% chlorophylle a Chloro a Phéopigments
FIGURE 15. GRAPHIQUE REPRESENTANT L’EVOLUTION SPATIALE DE LA CONCENTRATION EN CHLOROPHYLLE A,
EN PHEOPHYTINE A AINSI QUE LE POURCENTAGE DE CHLOROPHYLLE A PRESENT DANS L’EAU DES ECHANTILLONS
DE SURFACE SUR LA SORTIE DU 16/04/19
Dans un premier temps, ce graphique présente l’évolution spatiale de la concentration en chlorophylle
a présente dans l’eau. La concentration en chlorophylle a près de la côte est de 3,73 µg/L, la
concentration au large est de 1,63 µg/L. On observe une augmentation de la concentration en
chlorophylle entre R0f et R2f avec une augmentation soutenue de 3,73 µg/L à 6,51 µg/L. Après le point
médium R2f, une diminution soutenue de la concentration en chlorophylle a est notable jusqu’à la côte.
On constate que les marges d’erreur pour cette concentration est assez élevée. Il y a donc plus de
phytoplancton vivant en points R1f et R2f, puis une forte diminution allant vers le large.
Le graphique ci-dessus met également en lumière l’évolution de la concentration dans l’eau prélevée
en phéophytine a. Dans un premier temps, la concentration en phéophytine a est moins importante
que la concentration en chlorophylle a, sauf au point R4f qui sera étudié par la suite. En outre, la
répartition spatiale de la côte vers le large de la concentration en phéophytine a est moyennement
stable : à la côte la concentration est de de 0,78 µg/L et au large la concentration est légèrement plus
élevée à 1,81 µg/L. Une légère hausse régulière est notée entre les points R1f et R3f. Il est remarquable
que les marges d’erreurs pour ces résultats sont assez faibles. Il est utile d’étudier le point R4f qui est
spécifique car présente des concentrations en chlorophylle a et en phéophytine a presque
équivalentes, respectivement 1,63 et 1,81 µg/L. Il y a donc autant de phytoplancton mort que vivant
en ce point.
21

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De plus, ce graphique met en lumière les données de pourcentage de chlorophylle a présent dans l’eau,
ces données sont un indicateur de la vitalité de la population phytoplanctonique. Il est possible de
remarquer que la vitalité phytoplanctonique, pour cette sortie est élevée et stable pour la majorité des
points en partant de la côte, soit les points de R0f à R2f, avec une moyenne de vitalité à 84,33 %. Il est
observable, néanmoins, une baisse soutenue de ce pourcentage de chlorophylle a, une baisse de plus
de 25% est notable entre les points R2f et R3f. Cette diminution montre une dégradation de la vitalité
phytoplanctonique sur les populations les plus au large, situées aux points R3f et R4f.
Ces deux graphiques peuvent être pris comme références pour la répartition spatiale de la population
phytoplanctonique et l’évolution de sa vitalité selon les points de prélèvements, car ils ont des
tendances semblables aux autres graphiques réalisées avec les résultats obtenues après analyse des
échantillons prélevés.
La concentration en chlorophylle a a tendance à baisser entre la côte et le large. Les côtes sont
plus fournies en algues et microalgues, elles se développent en plus grande quantité car ces eaux
sont sous l’influence de rejets anthropiques, qui procurent des sels minéraux essentiels au
développement des populations phytoplanctoniques. Au contraire, les points situés au large
possèdent des concentrations de chlorophylle a moins important. La population
phytoplanctonique est plus en forme au large et moins vers la côte car la population de
phytoplancton subit les marées et les vagues et est donc plus mélangé.
Sur la majorité des graphiques effectués, les courbes de concentration de chlorophylle a et de
phéophytine a, selon les différents points de prélèvements, suivent les mêmes tendances, que ce soit
en surface ou dans le fond. Cela peut être expliqué simplement : la chlorophylle a est contenue dans le
phytoplancton. Une fois l’organisme phytoplanctonique dégradé, les pigments, sous forme de
phéophytine a, se retrouvent dans l’eau. Plus il y a de phytoplancton, plus il y a de chlorophylle a, plus
il est dégradé, plus il y a de phéophytine a présent dans l’eau et inversement.
Dynamique temporelle
La dynamique majeure du phytoplancton est temporelle, on observe des variations de population
importantes correspondant à des blooms. Il s’agit d’efflorescence d’algues soudaines et rapides,
une floraison phytoplanctonique engendre la concentration d’une ou de plusieurs espèces de
phytoplanctons dans l’océan.
Dans le but d’étudier ce phénomène, des graphiques ont été réalisés. Ils représentent l’évolution
de la concentration en chlorophylle dans le temps aux différents points de prélèvements. L’axe
des abscisses présente donc les dates de prélèvement et l’axe des ordonnées la concentration en
µg/L dans les échantillons prélevés. Deux graphiques ont été réalisés pour représenter
premièrement la dynamique spatiale des espèces phytoplanctonique retrouvées en surface et
deuxièmement pour les espèces phytoplanctoniques qui évoluent au fond de l’eau.
Le graphique suivant prend en compte les 11 sorties réalisées entre le 18 janvier et le 16 juillet 2019,
il met en lumière l’évolution temporelle de la concentration en chlorophylle a des 9 échantillons
prélevés en surface dans la manche orientale.
22

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FIGURE 16. GRAPHIQUE REPRESENTANT L’ESTIMATION DE LA CONCENTRATION EN CHLOROPHYLLE A EN
FONCTION DES DIFFERENTS POINTS DE PRELEVEMENTS EN SURFACE DU 18 JANVIER AU 16 JUILLET 2019
Il est possible de remarquer premièrement que pour les premières sorties du 18 et 24 janvier les
concentrations en chlorophylle a pour tous les points de prélèvements sont équivalentes, ces
concentrations sont assez basse : 1,11 µg/L en moyenne pour la sortie du 18 janvier et 1,59 µg/L en
moyenne pour la sortie du 24 janvier. Une première croissance régulière et rapide entre le 18 janvier
et le 22 février est à noter, jusqu’à 7,93 µg/L pour le point R0’. La tendance majeure à observer pour
les sorties suivantes sont à la baisse jusqu’au 22 mars, pour les points R0, R0’, R1’, R2’, R3 et R4. Il est
possible de noter les différences fortes de concentration en chlorophylle selon les stations de
prélèvements pour la sortie du 11 avril, variant de 1,01 µg/L pour le point R4 à 7,5µg/L pour le point
R1. Un autre bloom est observable par la suite entre le 11 et le 16 avril pour les points situés vers la
côte, R0, R0’, R1, R1’. Les points plus éloignés de la côte subissent une baisse de la concentration assez
forte sur ce même intervalle de prélèvements, ces points sont les suivants : R2, R2’, R3, R3’ et R4.
Ensuite une baisse régulière et très importante de la concentration de chlorophylle est observable
pour tous les points de prélèvements jusqu’au 15 mai pour les points de prélèvements côtiers (R0, R0’,
R1, R1’ R2). La concentration en chlorophylle a des points de prélèvements situés au large sont en
stagnation sur ce même intervalle de prélèvement. Une légère augmentation de la concentration en
chlorophylle est néanmoins à noter entre le 15 et le 24 mai, pour les points côtiers. Les points aux
larges ont des concentrations en chlorophylle a stable. Cette concentration va ensuite décroître
régulièrement jusqu’à la dernière sortie du 16 juillet pour tous les points de prélèvements.
En conclusion, trois blooms phytoplanctoniques sont observables : premièrement un bloom hivernal
très précoce entre le 18 janvier et le 22 mars. On distinguer un second pic en avril correspondant
à un bloom de printemps uniquement sur les populations phytoplanctoniques côtiers, entre le 22
23

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mars et le 15 mai. Enfin on observe un dernier bloom fin mai, il s’agit d’un second bloom printanier
lui aussi côtier. .
Le graphique suivant présente les 11 sorties qui ont été réalisées entre le 18 janvier et le 16 juillet
2019, il s’agit de mettre en valeur l’évolution temporelle de la concentration en chlorophylle a des 5
échantillons prélevés au fond de l’eau dans la Manche Orientale.
FIGURE 17. GRAPHIQUE REPRESENTANT L’ESTIMATION DE LA CONCENTRATION EN CHLOROPHYLLE A EN
FONCTION DES DIFFERENTS POINTS DE PRELEVEMENTS EN PROFONDEUR DU 18 JANVIER AU 16 JUILLET 2019
La concentration en chlorophylle a pour les premières sorties du 18 et 24 janvier pour tous les points
de prélèvements sont équivalentes, ces concentrations sont assez basse : 1,15 µg/L en moyenne pour
la sortie du 18 janvier et 1,75 µg/L en moyenne pour la sortie du 24 janvier. Par la suite, une première
croissance régulière et rapide est observée entre le 18 janvier et le 22 février, jusqu’à 7,76 µg/L pour
le point R0f. Une tendance majeure à la baisse est à observer pour les sorties suivantes jusqu’au 22
mars, pour tous les points. Un autre bloom est observable par la suite entre le 11 et le 16 avril pour les
points situés vers la côte, R0f, R1f. Il est utile de constater une variation importante de la concentration
en chlorophylle a pour les différents points de prélèvements pour la sortie du 16 avril, variant de 0,42
µg/L pour le point R4f à 7,87µg/L pour le point R1f. Les points plus éloignés de la côte, R2f, R3f et R4f,
subissent une baisse de la concentration assez forte sur ce même intervalle de prélèvements. Par la
suite, une baisse importante et régulière de la concentration en chlorophylle a est observable pour les
points de prélèvements côtiers (R0f et R1f) jusqu’au 15 mai. Il est important de noter que la
concentration en chlorophylle a des points de prélèvements situés au large sont en stagnation sur ce
même intervalle de prélèvement. En outre, ensuite, il est possible de noter une augmentation légère
de la concentration en chlorophylle a entre le 15 et le 24 mai, pour les points côtiers, R0f, R1f, R2f. Les
24

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points aux larges, R3f et R4f, ont des concentrations en chlorophylle a stables. Ces concentrations
décroissent régulièrement jusqu’à la dernière sortie du 16 juillet pour tous les points de prélèvements.
De même que pour les populations de surface, il est possible de noter que trois blooms
phytoplanctoniques sont observables aux mêmes dates :
• Un bloom hivernal très précoce entre le 18 janvier et le 22 mars
• Un bloom de printemps uniquement sur les populations phytoplanctoniques côtiers, entre
le 22 mars et le 15 mai
• Un second bloom printanier majoritairement côtier entre le 15 et le 24 mai
En conclusion, l’étude de la concentration en chlorophylle a et en phéophytine a contenue dans l’eau
de mer par fluométrie, nous a permis de caractériser une dynamique spatiale et temporelle pour les
populations phytoplanctoniques situées en surface et au fond de l’eau. La dynamique spatiale majeure
est que les côtes sont plus fournies en phytoplancton que le large. La dynamique temporelle évolue
d’une année à l’autre, ces 6 mois d’analyse ont démontré la présence de 3 blooms distincts.
Il est utile désormais de s’intéresser aux différentes espèces composant les populations évoquées
ci-dessus.
Etude de l’estimation de la concentration de différentes espèces présentes dans l’eau
mesurées par le fluoprob
Le fluoprob permet d’estimer la concentration de différents taxons contenus dans les échantillons
d’eau de mer. L’analyse réalisée par la suite dans cette étude s’appuie sur les sorties effectuées de
janvier à juillet, avec 9 stations de prélèvements différentes pour les prélèvements effectués en
surface et 5 pour les prélèvements effectués en profondeur.
Les différents taxons étudiés dans cette analyse sont :
• Bluegreen (cyanobactéries photosynthétiques)
• Diatomées (microalgues unicellulaires qui contribuent à la production d’oxygène)
• Phaeocystis (microalgues vont sécréter un mucus qui s’accumule à la surface de l’eau, cette
espèce est étudiée car elle peut être toxique pour son environnement)
• Cryptophyte (organismes vivants unicellulaires, photosynthétiques pour la plupart)
• Yellow Substances (substances chlorophylliennes dégradées donc dissoutes dans l’eau)
L’étude et l’analyse de ces données permettent dans un premier temps d’évaluer la dynamique
spatiale taxon par taxon de la population phytoplanctonique et dans un second temps la
dynamique temporelle de la population phytoplanctonique de chaque taxon pourra être
étudié.
25

POURCENTAGE DES TAXONS ÉTUDIÉS
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Dynamique spatiale
Les graphiques suivants sont issus des données des sorties complètes, c’est-à-dire qui prennent
tous les points de prélèvements. Il est possible d’effectuer une bonne étude grâce à des données
complètes mois par mois. Cette analyse prend en compte une sortie par mois de février à juillet,
avec des données manquantes pour le mois de juin.
La répartition des espèces en pourcentage a été représentée en fonction des différents points de
prélèvements qui vont de la côte (R0) au large (R4). Il est possible d’évaluer l’importance de la
représentation de chaque taxon en pourcentage grâce à l’axe des ordonnées. En abscisse, sont
représentés les différents points de prélèvements.
Il est possible d’étudier la répartition des espèces obtenue pour la sortie du 22 février 2019.
22/02 surface
Bluegreen Diatomée Cryptophyte Phaeocystis Yellow substances
100%
90%
80%
70%
60%
50%
40%
30%
20%
10%
0%
R0 R0' R1 R1' R2 R2' R3 R3' R4
STATIONS DE PRÉLÈVEMENT
FIGURE 18. GRAPHIQUE PRESENTANT LA REPARTITION DES DIFFERENTS TAXONS ETUDIES POUR LA SORTIE DU
22 FEVRIER POUR LES ECHANTILLONS DE SURFACE
Ce graphique, en général, montre que le taxon le plus présent dans l’eau pour cette sortie est les
Diatomées, qui représentent en moyenne 43,78 %. Ensuite, il est possible de relever la présence du
taxon Phaeocystis, présent en moyenne à 30,92%. Enfin le taxon Blue Green est moins représenté : à
hauteur de 20,38% en moyenne. L’espèce sous représentée à la vue des analyses est le taxon
Cryptophyte, avec, en moyenne, 4,90%. Cependant, une variabilité est observable pour le point R4, la
répartition des espèces est différente, il est possible de mettre en valeur la présence importante des
Cryptophyte à 41,64%, mais aussi une plus grande présence du taxon Blue Green, à 35,28%.
En conclusion, la répartition spatiale des espèces pour cette sortie est homogène pour la majorité des
points de prélèvements, cependant le point le plus au large présente une répartition taxonomique
différente.
Il est possible de réaliser les mêmes analyses pour les échantillons effectués en profondeur.
26

POURCENTAGE DES TAXONS ETUDIÉS
POURCENTAGE DES TAXONS ÉTUDIÉS
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22/02 fond
Bluegreen Diatomée Cryptophyte Phaeocystis Yellow substances
100%
90%
80%
70%
60%
50%
40%
30%
20%
10%
0%
R0f R1f R2f R3f R4f
STATIONS DE PRÉLÈVEMENT
FIGURE 19. GRAPHIQUE PRESENTANT LA REPARTITION DES DIFFERENTS TAXONS ETUDIES POUR LA SORTIE DU
22 FEVRIER POUR LES ECHANTILLONS DE FOND
La répartition spatiale des taxons sur les échantillons en profondeur est semblable à la répartition
étudiée pour les échantillons de surface. Ce graphique démontre que le taxon le plus présent dans l’eau
pour cette sortie sont les Diatomées, qui représentent en moyenne 45,09 %. Ensuite, on de relève la
présence du taxon Phaeocystis, présent en moyenne à 30,43%. Enfin le taxon Blue Green est moins
représenté : à hauteur de 20,28% en moyenne. L’espèce sous-représentée à la vue des analyses est le
taxon Cryptophyte, avec, en moyenne, 4,18%.
En conclusion, la répartition spatiale des taxons étudiés est homogène pour tous les points de
prélèvements.
Il est possible désormais d’étudier la répartition des espèces obtenue pour la sortie du 22 mars 2019.
22/03 surface
Bluegreen Diatomée Cryptophyte Phaeocystis Yellow substances
100%
90%
80%
70%
60%
50%
40%
30%
20%
10%
0%
R0 R0' R1 R1' R2 R2' R3 R3' R4
STATIONS DE PRÉLÈVEMENT
FIGURE 20. GRAPHIQUE PRESENTANT LA REPARTITION DES DIFFERENTS TAXONS ETUDIES POUR LA SORTIE DU
22 MARS POUR LES ECHANTILLONS DE SURFACE
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POURCENTAGE DES TAXONS ÉTUDIÉS
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Ce graphique montre que le taxon le plus représenté dans l’eau pour cette série de prélèvements sont
les Diatomées, qui représentent en moyenne 43,42 %. Il est également utile de relever la présence du
taxon Phaeocystis, représenté dans l’eau en moyenne et en pourcentage à 29,38%. En outre, il est
essentiel de noter que le taxon Blue Green est moins représenté à 21,22% en moyenne. L’espèce la
moins présente après analyses est le taxon Cryptophyte, avec, en moyenne, 5,96%.
En conclusion, la répartition spatiale des espèces pour cette série de prélèvements est homogène pour
l’intégralité des points de prélèvements.
<On peut réaliser les mêmes analyses pour les échantillons effectués en profondeur.
22/03 fond
Bluegreen Diatomée Cryptophyte Phaeocystis Yellow substances
100%
90%
80%
70%
60%
50%
40%
30%
20%
10%
0%
R0f R1f R2f R3f R4f
STATIONS DE PRÉLÈVEMENTS
FIGURE 21. GRAPHIQUE PRESENTANT LA REPARTITION DES DIFFERENTS TAXONS ETUDIES POUR LA SORTIE DU
22 MARS POUR LES ECHANTILLONS DE FOND
La répartition spatiale des taxons étudiés dans les échantillons en profondeur est semblable à la
répartition évoquée précédemment pour les échantillons de surface. Ce graphique montre que le taxon
majeur dans l’eau prélevée au cours de cette sortie est les Diatomées, qui représentent en moyenne
52,31%. Il est également possible de relever la présence du taxon Phaeocystis, présent en moyenne à
24,35%. Enfin, le taxon Blue Green est à évoquer, il est présent en moindre quantité à hauteur de
19,41% en moyenne. L’espèce la plus sous représentée est le taxon Cryptophyte, avec, en moyenne,
3,91%.
En conclusion, la répartition spatiale des taxons étudiés est homogène pour tous les points de
prélèvements. La population
Il est possible désormais d’étudier la répartition des espèces obtenue pour la sortie du 16 avril 2019.
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POURCENTAGE DES TAXONS ÉTUDIÉS
POURCENTAGE DES TAXONS ÉTUDIÉS
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16/04 surface
Bluegreen Diatomée Cryptophyte Phaeocystis Yellow substances
100%
90%
80%
70%
60%
50%
40%
30%
20%
10%
0%
R0 R0' R1 R1' R2 R2' R3 R3' R4
STATIONS DE PRÉLÈVEMENTS
FIGURE 22. GRAPHIQUE PRESENTANT LA REPARTITION DES DIFFERENTS TAXONS ETUDIES POUR LA SORTIE DU
16 AVRIL POUR LES ECHANTILLONS DE SURFACE
Ce graphique montre que la répartition spatiale des espèces dans l’eau n’est plus homogène. En effet,
pour les stations de prélèvements proches de la côte, l’espèce Phaeocystis est largement surreprésenté
avec une moyenne de 96,57% pour les points R0, R0’, R1 et R1’. Il est possible de constater
que pour dès le point R2, et en s’éloignant d’avantage vers le large, la concentration en Phaeocystis
diminue, jusqu’à 36,63%. Il est possible de noter que le taxon Blue Green est assez présent vers le large
à la hauteur de 52,68% en moyenne pour les points R2’, R3, R3’ et R4. Dans un second temps il est
important de noter l’apparition de Yellow Substance, de substances dissoutes au large, présents à
5,86% en moyenne.
En conclusion, la répartition spatiale des espèces n’est pas homogène pour cette sortie, il est possible
de constater l’efflorescence de Phaeocystis depuis la côte.
Il est possible de réaliser les mêmes analyses pour les échantillons effectués en profondeur.
16/04 fond
Bluegreen Diatomée Cryptophyte Phaeocystis Yellow substances
100%
90%
80%
70%
60%
50%
40%
30%
20%
10%
0%
R0f R1f R2f R3f R4f
STATIONS DE PRÉLÈVEMENTS
FIGURE 23. GRAPHIQUE PRESENTANT LA REPARTITION DES DIFFERENTS TAXONS ETUDIES POUR LA SORTIE DU
16 AVRIL POUR LES ECHANTILLONS DE FOND
29

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De la même façon que le graphique présentant les données pour les échantillons de surface, le
graphique ci-dessus, démontre que la répartition spatiale des taxons dans l’eau est désormais
hétérogène. En effet, les stations de prélèvements proches de la côte sont très fournies en Phaeocystis
à hauteur de 95,71% pour les points R0f et R1f. Il est possible d’observer une diminution en allant vers
le large avec une moyenne de 82,14 % pour les points R2f et R3f, pour enfin atteindre un pourcentage
de 31,86% pour le point R4f. Il est possible de constater l’apparition du taxon Blue Green pour les
points situés au large, avec un pourcentage de 14,84 % pour les points R2f et R3f, et 60,04% pour le
point R4f. Au point R4f, la présence de substances dissoutes (yellow substances) est notable, à la
hauteur de 8,29%.
Il est possible désormais d’étudier la répartition des espèces obtenue pour la sortie du 15 mai 2019.
15/05 surface
Bluegreen Diatomée Cryptophyte Phaeocystis Yellow substances
100%
90%
80%
70%
60%
50%
40%
30%
20%
10%
0%
R0 R0' R1' R1' R2 R2' R3 R3' R4
STATIONS DE PRÉLÈVEMENTS
FIGURE 24. GRAPHIQUE PRESENTANT LA REPARTITION DES DIFFERENTS TAXONS ETUDIES POUR LA SORTIE DU
15 MAI POUR LES ECHANTILLONS DE SURFACE
Ce graphique démontre que la répartition spatiale des taxons présents dans l’eau est hétérogène. On
observe la forte présence du taxon Phaeocystis, premièrement à hauteur de 78,07% en moyenne pour
les points de prélèvements côtiers de R0 à R1’, une diminution de ce pourcentage est observable
jusqu’au large à hauteur de 56% en moyenne pour les points de prélèvements de R2 à R4. Dans le
même temps, un faible pourcentage du taxon Blue Green est à relever pour les points de prélèvement
côtiers, avec une moyenne de 18,84% pour les points de R0 à R1’. Ce pourcentage augmente par la
suite, avec une moyenne de 43,68%.
En conclusion, la répartition spatiale des espèces est hétérogène pour cette série de prélèvements,
L’efflorescence de Phaeocystis semble venir de la côte.
Il est possible de réaliser les mêmes analyses pour les échantillons effectués en profondeur.
30

POURCENTAGE DES TAXONS ÉTUDIÉS
POURCENTAGE DES TAXON ÉTUDIÉS
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15/05 fond
Bluegreen Diatomée Cryptophyte Phaeocystis Yellow substances
100%
90%
80%
70%
60%
50%
40%
30%
20%
10%
0%
R0f R1f R2f R3f R4f
STATIONS DE PRÉLÈVEMENTS
FIGURE 25. GRAPHIQUE PRESENTANT LA REPARTITION DES DIFFERENTS TAXONS ETUDIES POUR LA SORTIE DU
15 MAI POUR LES ECHANTILLONS DE FOND
Ce graphique présente les mêmes les tendances que le graphique analysé précédemment, il démontre
également que la répartition spatiale des taxons dans l’eau est désormais hétérogène. Il est notable
que le point R0f et R1f ont des concentrations en Phaeocystis très élevées, respectivement à 86,26%
et 94,85%. Une décroissance de ce pourcentage est notable en allant vers le large avec un pourcentage
de 58,79%, puis 43,41% au point R3f et 44,66% au point R4f. Il est possible de constater que le taxon
Bluegreen est peu présent vers la côte, et augmente en allant vers le large, à hauteur de 55,35% pour
le point de prélèvement R4f.
Il est possible désormais d’étudier la répartition des espèces obtenue pour la sortie du 03 juillet 2019.
03/07 surface
Bluegreen Diatomée Cryptophyte Phaeocystis Yellow substances
100%
90%
80%
70%
60%
50%
40%
30%
20%
10%
0%
R0 R0' R1 R1' R2 R2' R3 R3' R4
STATIONS DE PRÉLÈVEMENTS
FIGURE 26. GRAPHIQUE PRESENTANT LA REPARTITION DES DIFFERENTS TAXONS ETUDIES POUR LA SORTIE DU 3
JUILLET POUR LES ECHANTILLONS DE SURFACE
31

POURCENTAGE DES TAXONS ÉTUDIÉS
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Dans ce graphique, on constate que la répartition spatiale des taxons présents dans l’eau est assez
homogène, sauf points spécifiques. Il est possible d’observer la forte présence du taxon Phaeocystis,
premièrement à hauteur de 61,15% en moyenne pour les points de prélèvements côtiers de R0 à R0’,
une augmentation de ce pourcentage est observable pour les points de prélèvements suivants, de R1
à R2’, en moyenne vers 70,87%. Au large, cette concentration baisse à 61,72% pour les points de
prélèvements R3, R3’ et R4. Dans le même temps, un pourcentage moyen du taxon Blue Green est à
relever pour les points de prélèvement côtiers, avec un pourcentage de 43,90% pour le point R0. Ce
pourcentage diminue ensuite jusqu’à 24,87% pour le point de prélèvement R2, puis il augmente
progressivement jusqu’au large avec un pourcentage de 35,88% pour le point R4.
En conclusion, la répartition spatiale des espèces est hétérogène pour cette série de prélèvements,
L’efflorescence de Phaeocystis semble se déplacer vers les points situés vers le large.
Il est possible de réaliser les mêmes analyses pour les échantillons effectués en profondeur.
03/07 fond
Bluegreen Diatomée Cryptophyte Phaeocystis Yellow substances
100%
90%
80%
70%
60%
50%
40%
30%
20%
10%
0%
R0f R1f R2f R3f R4f
STATIONS DE PRÉLÈVEMENTS
FIGURE 27. GRAPHIQUE PRESENTANT LA REPARTITION DES DIFFERENTS TAXONS ETUDIES POUR LA SORTIE DU 3
JUILLET POUR LES ECHANTILLONS DE FOND
Ce graphique présente les mêmes les tendances que le graphique analysé précédemment, il démontre
également que la répartition spatiale des taxons dans l’eau est désormais hétérogène. Il est notable
que le point R0f et R1f ont des concentrations en Phaeocystis assez élevées en moyenne 64,62 % pour
les points côtiers, R0f, R1f et R2f. Il est possible de constater une diminution de ce pourcentage vers le
large, 57,29% en moyenne pour les points R3f et R4f. Il est utile de noter la présence du taxon Blue
Green en concentration moyenne pour les points côtiers, de R0f à R3f, en moyenne 28,1%, puis ce
taxon prend en importance au point le plus large, R4f, à 39,78%. Il est également important de noter
la présence du taxon de Diatomée, notamment aux points R2f et R3f, qui ont respectivement des
pourcentages de représentativité 10,40% et 11,05%.
32

Concentration (µg/L)
Valentine SZRAMA
Etude de la dynamique du phytoplancton en Manche orientale
Promotion 54
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Premièrement pour les mois de février et mars, le taxon prédominant est celui des Diatomée. Il est
possible de conclure que la dynamique spatiale des espèces est assez homogène, avant le bloom de
Phaeocystis, celui-ci intervient à partir du mois d’avril. Au regard des concentrations observées, ce
bloom de Phaeocystis semble venir de la côte et se déplacer au fil du temps vers le large. Cette
remarque peut être faite car au fil des mois la concentration en Phaecystis est d’abord élevée à la côte
puis les concentrations fortes sont observables sur les points de prélèvements de plus en plus vers le
large. Il est utile de noter également que la répartition des espèces en surface et en profondeur est
tendanciellement la même.
Dynamique temporelle
Suite à cette observation, il est possible d’étudier la dynamique temporelle des espèces étudiées, en se
penchant notamment sur le taxon Phaeocystis. Cette analyse permettra de comprendre plus en détail
la dynamique phytoplanctonique des populations étudiées.
Pour cela, cette étude prend en compte les taxons étudiés précédemment aux dates de sorties
analysées précédemment. Cette analyse prend en compte une sortie par mois de février à juillet,
avec des données manquantes pour le mois de juin.
Les graphiques suivants présentent l’évolution de chaque taxon en fonction du temps. Sur chaque
graphique, la concentration en µg/L pour chaque taxon en fonction des différents points de
prélèvements sont présentés, ces points vont de la côte (R0) au large (R4).
Il est important d’abord d’évaluer la dynamique temporelle du taxon Blue Green pour les
échantillons prélevés en surfa ce.
2,5
2
Evolution de la concentration du taxon Blue Green surface
1,5
1
0,5
0
04/02/2019 06/03/2019 05/04/2019 05/05/2019 04/06/2019 04/07/2019 03/08/2019
Temps
R4 R3' R3 R2' R2 R1' R1 R0' R0
FIGURE 28. EVOLUTION DE LA CONCENTRATION DU TAXON BLUE GREEN ENTRE LE 22/02/19 ET LE 16/07/19
SELON LES DIFFERENTS POINTS DE PRELEVEMENTS EN SURFACE
33

Concentration (µg/L)
Valentine SZRAMA
Etude de la dynamique du phytoplancton en Manche orientale
Promotion 54
SAI 2019
One constate une concentration importante pour le taxon Blue Green, surtout pour le point R4 avec
une concentration 2,39 µg/L, le 22 février. Pour les autres points, à cette date, la moyenne est de 1,33
µg/L. Cette concentration va diminuer pour tous les points de prélèvements, en moyenne cette
concentration atteint 1,07 µg/L, le 22 mars. Par la suite, pour la sortie du 16 avril, la concentration en
Blue Green diminue encore fortement jusqu’à 0,135 µg/L pour le point R1. Cependant cette baisse de
concentration est moins importante pour les points situés au large. Ensuite la concentration en Blue
Green est peu variable en fonction des différents points de prélèvements avec une moyenne de 0,86
µg/L. Cette concentration va augmenter petit à petit jusqu’au 16 juillet où elle atteint 1,05 en moyenne
pour tous les points.
Il est ensuite utile de comparer ces résultats aux données récoltées pour les échantillons prélevés
dans le fond de la Manche.
2,5
Evolution de la concentration du taxon Blue Green fond
2
1,5
1
0,5
0
04/02/2019 06/03/2019 05/04/2019 05/05/2019 04/06/2019 04/07/2019 03/08/2019
Temps
R4F R3F R2F R1F R0F
FIGURE 29. EVOLUTION DE LA CONCENTRATION DU TAXON BLUE GREEN ENTRE LE 22/02/19 ET LE 16/07/19
SELON LES DIFFERENTS POINTS DE PRELEVEMENTS EN PROFONDEUR
On constate une concentration peu importante pour le taxon Blue Green, surtout pour le point R0f avec
une concentration 1,59 µg/L, le 22 février. Pour tous les points, à cette date, la moyenne est de 1,33
µg/L. Cette concentration, ensuite, va s’accroitre pour les points côtiers, R0f et R1f qui atteignent
respectivement 1,76 µg/L et 2, 39 µg/L, pour les points de prélèvements situés plus au large, cette
concentration va rester stable voire baisser pour les points R2f, R3f et R4f. Par la suite, pour la sortie
du 16 avril, la concentration en Blue Green diminue encore fortement pour les points situés vers la
côte jusqu’à 0,20 µg/L pour le point R1f. Il est possible d’observer une baisse de la concentration en
Blue Green plus légère pour les point plus éloignés R2f et R3 à 0,79 µg/L. Ensuite la concentration en
Blue Green, pour la majorité des points va augmenter, sauf pour R4f. Enfin la concentration en Blue
Green va être stable pour tous les points de prélèvements atteignant une moyenne de 0,95 µg/L pour
la section de prélèvement du 03 juillet et elle va augmenter légèrement jusqu’au 16 juillet.
Il est utile ensuite d’évaluer la dynamique temporelle du taxon Blue Green pour les échantillons
prélevés en surface
34

Valentine SZRAMA
Etude de la dynamique du phytoplancton en Manche orientale
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SAI 2019
FIGURE 30. EVOLUTION DE LA CONCENTRATION DU TAXON DIATOMEES ENTRE LE 22/02/19 ET LE 16/07/19
SELON LES DIFFERENTS POINTS DE PRELEVEMENTS EN SURFACE
Ce graphique met en lumière une grande variation dans la concentration en Diatomée selon les points
de prélèvements pour la série de prélèvements du 22 février. Il est tout de même possible de relever
que le point R4, le plus éloigné de la côte, présente une très faible concentration en Diatomée, 0,47
µg/L, en comparaison aux autres points de prélèvements, qui obtiennent une moyenne de 2,9 µg/L.
Comme le taxon Blue green, la population estimée de diatomée en surface effectue un bloom fin
février qui se termine le 16 mars. Ces concentrations vont ensuite avoir tendance à baisser, sauf pour
les points R4 et R0 où une augmentation forte de la concentration est notable. La concentration en
Diatomée pour la sortie du 22 mars est très variable suivant les points de prélèvements, celle-ci est
répartie entre 1,63 µg/L pour R2 au minimum et 3,10 µg/L pour R1. Il faut, par la suite, noter une
grande diminution de cette concentration pour tous les points de prélèvements, en moyenne celle-ci
descend jusqu’à 0,12 µg/L. Cette concentration va rester très faible pour les séries de prélèvements
suivantes.
Il est ensuite utile de comparer ces résultats aux données récoltées pour les échantillons prélevés
dans le fond de la Manche.
35

Concentration (µg/L)
Valentine SZRAMA
Etude de la dynamique du phytoplancton en Manche orientale
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SAI 2019
Evolution de la concentration en Diatomée fond
8
7
6
5
4
3
2
1
0
04/02/2019 06/03/2019 05/04/2019 05/05/2019 04/06/2019 04/07/2019 03/08/2019
Temps
R4F R3F R2F R1F R0F
FIGURE 31. EVOLUTION DE LA CONCENTRATION DU TAXON DIATOMEES ENTRE LE 22/02/19 ET LE 16/07/19
SELON LES DIFFERENTS POINTS DE PRELEVEMENTS EN PROFONDEUR
Comme pour le graphique précédent, on note une grande variation dans la concentration en Diatomée
selon les points de prélèvements pour la série de prélèvements du 22 février. Les concentrations en
Diatomées varient de 1,84 µg/L pour le point R4f à 4,08 µg/L pour le point R1f. Les données relatives
au 22 mars mettent en évidence une augmentation de la concentration pour tous les points de
prélèvements. Pour la population phytoplanctonique de fond, un bloom, plus tardif qu’en surface,
est observable, cependant la population décroit jusqu’au 16 mars. Lors de cette série de
prélèvements, il a été possible de déterminer une concentration moyenne en Diatomée de 0,12
µg/L. Cette concentration va rester très faible pour les séries de prélèvements suivantes. Il est
nécessaire de souligner que la concentration en diatomée est plus élevée en profondeur qu’en
surface.
Il est essentiel par la suite de procéder au suivi de la dynamique temporelle du taxon Cryptohyte
pour les échantillons prélevés en surface
36

Concentration (µg/L)
Valentine SZRAMA
Etude de la dynamique du phytoplancton en Manche orientale
Promotion 54
SAI 2019
Evolution de la concentration en Cryptophyte surface
3
2,5
2
1,5
1
0,5
0
04/02/2019 06/03/2019 05/04/2019 05/05/2019 04/06/2019 04/07/2019 03/08/2019
Temps
R4 R3' R3 R2' R2 R1' R1 R0' R0
FIGURE 32. EVOLUTION DE LA CONCENTRATION DU TAXON CRYPTOPHYTE ENTRE LE 22/02/19 ET LE
16/07/19 SELON LES DIFFERENTS POINTS DE PRELEVEMENTS EN SURFACE
Il est important de noter premièrement que l’estimation de la concentration en Cryptophyte est plus
faible que pour les autres espèces évoquées précédemment. Il est possible de mettre en valeur une
variation des tendances observées pour la série de prélèvements du 22 février, en effet le point R4
montre une concentration très supérieure, 2,82 µg/L, en comparaison aux autres points de
prélèvements plus proches de la côte, ils ont une concentration moyenne de 0,32 µg/L. La
concentration de R4 va baisser fortement par la suite pour rejoindre la tendance de concentration
observée aux autres points de prélèvements. Les concentrations aux autres points vont baisser
également pour atteindre une moyenne de 0,30 µg/L. Il est possible d’observer une diminution pour
les sorties suivantes, jusqu’à atteindre une concentration proche de 0 µg/L pour les prélèvements de
juillet.
Il est ensuite utile de comparer ces résultats aux données récoltées pour les échantillons prélevés
dans le fond de la Manche.
37

Concentration (µg/L)
Valentine SZRAMA
Etude de la dynamique du phytoplancton en Manche orientale
Promotion 54
SAI 2019
Evolution de la concentration en Cryptophyte fond
0,45
0,4
0,35
0,3
0,25
0,2
0,15
0,1
0,05
0
04/02/2019 06/03/2019 05/04/2019 05/05/2019 04/06/2019 04/07/2019 03/08/2019
Temps
R4F R3F R2F R1F R0F
FIGURE 33. EVOLUTION DE LA CONCENTRATION DU TAXON CRYPTOPHYTE ENTRE LE 22/02/19 ET LE
16/07/19 SELON LES DIFFERENTS POINTS DE PRELEVEMENTS EN PROFONDEUR
Premièrement, comme pour l’estimation de la concentration en Cryptophyte en surface, les
concentrations évaluées au fond de l’eau sont faibles en comparaison aux autres taxons étudiés
précédemment. Une variation importante de concentration entre les points de prélèvement est
observable pour la série de prélèvements du 22 février, en effet le point R4 montre une concentration
très supérieure, 0,41 µg/L, en comparaison aux autres points de prélèvements qui atteignent une
concentration moyenne de 0,22 µg/L. Par la suite, il est possible d’observer une diminution importante
de la concentration pour les points R4f et R2f. Pour les autres points de prélèvements, il est utile de
remarquer une légère augmentation de la concentration. Pour cette série de prélèvements du 22 mars,
la moyenne de la concentration en Cryptophyte est de 0,26 µg/L. Il est possible d’observer une
diminution de la concentration pour les sorties suivantes, jusqu’à atteindre une concentration proche
de 0 µg/L pour les prélèvements de mi-mars et de début juillet. Cependant une augmentation de la
concentration est à noter pour la sortie du 16 juillet, atteignant au maximum 0,12 µg/L pour le point
R4f.
Il est utile de suivre l’évolution de Phaeocystis car cette espèce en floraison a des conséquences
néfastes pour les écosystèmes. Nous pouvons par la suite procéder au suivi de la dynamique
temporelle du taxon Phaeocytis pour les échantillons prélevés en surface
38

Concentration (µg/L)
Valentine SZRAMA
Etude de la dynamique du phytoplancton en Manche orientale
Promotion 54
SAI 2019
Evolution de la concentration en Phaeocystis surface
16
14
12
10
8
6
4
2
0
04/02/2019 06/03/2019 05/04/2019 05/05/2019 04/06/2019 04/07/2019 03/08/2019
Temps
R4 R3' R3 R2' R2 R1' R1 R0' R0
FIGURE 34. EVOLUTION DE LA CONCENTRATION DU TAXON PHAECYSTIS ENTRE LE 22/02/19 ET LE 16/07/19
SELON LES DIFFERENTS POINTS DE PRELEVEMENTS EN SURFACE
La série de prélèvements du 22 février montre que la concentration en Phaeocystis est peu
variable pour tous les points de prélèvement avec une moyenne de 1,94 µg/L. Cette concentration
va, pour la sortie suivante, tendanciellement diminuer pour atteindre une moyenne de 1,51 µg/L.
Une très forte augmentation est observable pour les points côtiers, R0, R0’, R1 et R1’ avec une
moyenne de 12,23 µg/L. Un bloom important autour du 20 avril, pour les populations en surface
est donc observable. Pour les points de prélèvements situés au large, R2’, R3, R3’ et R4, il est
possible de remarquer une baisse de la concentration en Phaeocystis en moyenne 0,93 µg/L. Le
point médium R2 montre une concentration de 4,96 µg/L. La série de prélèvements du 15 mai
montre une faible variation de concentration avec une moyenne de 2,1 µg/L. Il est possible de
noter une diminution des concentrations observées précédemment pour les populations côtières
et une légère augmentation pour les populations du large. Par la suite, la concentration en taxon
Phaeocystis reste stable pour les sorties réalisées en juillet.
Il est ensuite utile de comparer ces résultats aux données récoltées pour les échantillons prélevés
dans le fond de la Manche.
39

Concentration (µg/L)
Valentine SZRAMA
Etude de la dynamique du phytoplancton en Manche orientale
Promotion 54
SAI 2019
Evolution de la concentration en Phaecystis fond
18
16
14
12
10
8
6
4
2
0
04/02/2019 06/03/2019 05/04/2019 05/05/2019 04/06/2019 04/07/2019 03/08/2019
Temps
R4F R3F R2F R1F R0F
FIGURE 35. EVOLUTION DE LA CONCENTRATION DU TAXON PHAEOCYSTIS ENTRE LE 22/02/19 ET LE
16/07/19 SELON LES DIFFERENTS POINTS DE PRELEVEMENTS EN PROFONDEUR
La série de prélèvements du 22 février montre que les données de concentration en Phaeocystis
sont peu variables en fonction des différents points de prélèvement avec une moyenne de 2,06
µg/L. Cette concentration va tendanciellement rester stable avec une moyenne de 1,91 µg/L pour
la sortie du 22 mars. Par la suite, une très forte augmentation est observable pour les points
côtiers, R0f et R1f avec des concentrations respectives de 10,17 µg/L et 13,53 µg/L. Un bloom
important à partir du 16 mars jusqu’au 4 juillet, pour les populations de fond est donc observable.
Pour les points de prélèvements situés plus au large, R2f et R3f, il est possible de remarquer une
augmentation moyenne de la concentration en Phaeocystis en moyenne 4,39 µg/L. Le point R4f
subit une baisse de la concentration en Phaeocystis, il est possible de noter une concentration de
0,62 µg/L au large. La série de prélèvements du 15 mai montre une très forte variation de la
concentration en Phaeocystis, la concentration au point R1f augmente encore jusqu’à 16,02 µg/L.
Il est possible d’observer une diminution de la concentration pour les autres points de
prélèvements, au point R0f, une concentration de 4,46 µg/L est observée. Pour les points de
prélèvements les plus au large, R2, R3f et R4f, une moyenne de 1,10 µg/L. Le 3 juillet, il est possible
de noter une diminution des concentrations observées précédemment pour toutes les populations
phytoplanctoniques, côtières et situés au large, avec une moyenne de 1,98 µg/L. Cette
concentration va encore diminuer progressivement jusqu’au 16 juillet avec une concentration
moyenne de 1,5 µg/L.
Il est essentiel par la suite de procéder au suivi de la dynamique temporelle des substances
dissoutes pour les échantillons prélevés en surface
40

Concentration (µg/L)
Valentine SZRAMA
Etude de la dynamique du phytoplancton en Manche orientale
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Evolution substances dissoutes surface
0,25
0,2
0,15
0,1
0,05
0
04/02/2019 06/03/2019 05/04/2019 05/05/2019 04/06/2019 04/07/2019 03/08/2019
Temps
R4 R3' R3 R2' R2 R1' R1 R0' R0
FIGURE 36. EVOLUTION DE LA CONCENTRATION DES SUBSTANCES DISSOUTES ENTRE LE 22/02/19 ET LE
16/07/19 SELON LES DIFFERENTS POINTS DE PRELEVEMENTS EN SURFACE
On remarque premièrement la grande disparité dans les concentrations observées suivant les
différents points de prélèvements. Le point R4, le plus au large a la concentration la plus élevée avec
0,11 µg/L. En moyenne les autres points de prélèvements ont une concentration de 0,02 µg/L. Les
données relatives au 22 mars montrent une augmentation de la concentration en substances dissoutes,
les valeurs de concentrations montrent une grande disparité, de R1 avec 0,06 µg/L à R4 avec 0,19 µg/L.
Par la suite, au cours de la sortie du 16 avril, il est possible d’observer une diminution de la
concentration en substances dissoutes, entre R1’ avec 0 µg/L et R3’ avec 0,15 µg/L. En mai, la
concentration observée est en augmentation progressive, une grande variabilité selon les points de
prélèvements est observable, entre R0’ avec 0,015 µg/L et R2’ avec 0,17 µg/L. Enfin pour les sorties en
juillet, il est important de noter la faible disparité des concentrations avec une moyenne de 0,03 µg/L
pour le 3 juillet et 0,029 µg/L pour le 16 juillet.
Il est ensuite utile de comparer ces résultats aux données récoltées pour les échantillons prélevés
dans le fond de la Manche.
41

Concentration (µg/L)
Valentine SZRAMA
Etude de la dynamique du phytoplancton en Manche orientale
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Evolution substances dissoutes fond
0,25
0,2
0,15
0,1
0,05
0
04/02/2019 06/03/2019 05/04/2019 05/05/2019 04/06/2019 04/07/2019 03/08/2019
Temps
R4F R3F R2F R1F R0F
FIGURE 37. EVOLUTION DE LA CONCENTRATION DES SUBSTANCES ENTRE LE 22/02/19 ET LE 16/07/19 SELON
LES DIFFERENTS POINTS DE PRELEVEMENTS EN PROFONDEUR
Tout comme les prélèvements réalisés en surface, on remarque d’abord la grande disparité dans les
concentrations observées suivant les différents points de prélèvements. Le point situé le plus au large,
R4f, présente la concentration la plus élevée avec 0,10 µg/L. Ensuite les points R0f et R1f ont une
concentration moyenne de 0,08 µg/L. En moyenne les autres points de prélèvements, R2f et R3f ont
une concentration de 0,008 µg/L. Les données de la série de prélèvements du 22 mars montrent une
augmentation de la concentration en substances dissoutes, les valeurs de concentrations montrent une
grande disparité, de R1f avec 0,12 µg/L à R4f avec 0,21 µg/L. Ensuite, lors de la sortie du 16 avril, une
diminution de la concentration en substances dissoutes est observable, entre R0f avec 0 µg/L et R4f
avec 0,16 µg/L. En mai, la concentration observée est en augmentation progressive pour la majorité
des points, exceptions faites de R1f qui stagne et R4f qui subit une baisse de concentration. Pour ces
sorties, une grande variabilité selon les points de prélèvements est observable, entre R1f avec 0,05
µg/L et R2f avec 0,20 µg/L. Enfin pour les sorties en juillet, premièrement il est une diminution de la
concentration, puis par la suite, il est important de noter la faible disparité des concentrations avec
une moyenne de 0,07 µg/L pour le 3 juillet et 0,05 µg/L pour le 16 juillet.
En conclusion, on constate qu’une concentration plus élevée pour les populations de surface et les
populations de fond en Blue Green, Diatomée et Cryptophyte est observée du 22 février au 16 mars
2019. Un bloom de Phaeocystis est observable plus tardivement, pour les populations de surface et de
fond, à partir du 22 mars jusqu’au 15 mai, les concentrations les plus fortes sont notables au niveau de
la côte. Enfin, deux pics de concentration en substances dissoutes apparaissent premièrement entre le
22 février et le 16 avril, deuxièmement entre le 16 avril et le 3 juillet, ces augmentations de
concentration correspondent à des substances chlorophylliennes dégradées, c’est-à-dire à une
population phytoplanctonique dégradée.
42

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Comparaison des résultats obtenus par fluométrie avec extraction de chlorophylle et des résultats
obtenus avec le fluoprob
Grâce au fluoprob, il est possible de déterminer à quelles espèces correspondent les blooms
repérés par fluométrie.
Premièrement avec les graphiques de l’estimation de l’évolution de la concentration en
chlorophylle a contenue dans l’eau sur tous les points de prélèvement, nous avons constaté un
premier bloom entre le 18 janvier et le 22 mars. Le fluoprob, nous indique donc qu’il s’agit d’un
bloom du taxon Blue green, qui comprend diverses espèces, mais aussi de Diatomées et enfin, dans
des proportions nettement inférieures en Cryptophyte.
Deuxièmement, avec les graphiques de l’estimation de l’évolution de la concentration en
chlorophylle a contenue dans l’eau sur tous les points de prélèvement, nous avons constaté un
autre bloom entre le 22 mars et le 15 mai, qui correspond à un bloom de Phaecystis, présent en
concentration très importantes.
2. Analyses automatisées
Résultats préliminaires obtenus par le Flow cam
Le flow cam nous permet de prendre des photographies présentes dans les échantillons, il nous
permet d’avoir une vision globale des types d’espèces de phytoplancton et de zooplancton
présentes dans l’eau. Une fois développée, l’analyse de données permettra de connaître
exactement les espèces présentes dans l’eau.
FIGURE 38. PHOTOGRAPHIE REALISEE A L’AIDE DU FLOW CAM DE CHAETOCEROS DEBILIS AU GROSSISSEMENT
10X
FIGURE 39. PHOTOGRAPHIE REALISEE A L’AIDE DU FLOW CAM DE THALASSIOSIRA AU GROSSISSEMENT 10X
FIGURE 40. PHOTOGRAPHIE REALISEE A L’AIDE DU FLOW CAM DE COSCINODISCUS AU GROSSISSEMENT 4X
43

Valentine SZRAMA
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FIGURE 41. PHOTOGRAPHIE REALISEE A L’AIDE DU FLOW CAM DE DITYLIUM BRIGHTWELLI AU GROSSISSEMENT
10X
FIGURE 42. PHOTOGRAPHIE REALISEE A L’AIDE DU FLOW CAM D’UNE COLONIE DE PSEUDONITZSCHIA AU
GROSSISSEMENT 10X
FIGURE 43. PHOTOGRAPHIE REALISEE A L’AIDE DU FLOW CAM D’UNE COLONIE DE PHAEOCYSTIS AU
GROSSISSEMENT 10X
44

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Discussion et perspectives
La mesure de la fluorescence, grâce au fluorimètre, nous a permis de déterminer la concentration
en chlorophylle a et en phéophytine a, et donc d’estimer la concentration en phytoplancton vivant
et mort. Cette observation a été réalisée sur différents points de prélèvements permettant de
mettre en évidence une dynamique spatiale, entre la côte et le large. Les données récoltées sont
issues des sorties entre janvier 2019 et juillet 2019, plusieurs sorties ont été effectuées par mois
afin d’étudier les variations à faible fréquence temporelle. Il a donc été possible de mettre en
évidence la dynamique majeure du phytoplancton, variation temporelle : les blooms. Trois blooms
sont observables de janvier à juillet. De plus, un suivi des espèces a été réalisé grâce aux données
du Fluoprob. Nous avons pu constater un bloom de l’espèce Phaecystis en avril. Il est nécessaire
d’effectuer une surveillance de cette espèce car les floraisons trop importantes ont des
conséquences sur les écosystèmes. Les résultats du Flow cam sont encore que partiels mais nous
obtenons des images de bonne qualité qui peuvent nous permettre d’identifier quelques espèces
présentes dans les échantillons. Ces appareils de mesures et d’analyses nous permettent de
réaliser un suivi efficace de la dynamique du phytoplancton. La faible résolution spatiale et
temporelle permet de détecter les variations mêmes infimes de la population phytoplanctonique.
Il est cependant important de noter qu’il existe une variabilité liée à l’échantillon et à la manière
dont il est récolté, conservé et analysé, c’est pourquoi des protocoles précis sont adoptés par tous
les employés effectuant ces tâches, dans le but de minimiser cette variabilité.
Il serait également utile de corréler ces résultats aux variations du milieu (température de l’eau,
turbidité, salinité, marrées etc.) afin de comprendre les interactions entre le milieu et le
phytoplancton. De plus, les échantillons sont stockés et non analysés pour le moment, ils
permettront l’analyse des sels minéraux.
Il est utile de prendre en compte l’effet des marées montantes et descentes et les courants dans
les variations spatiales des populations phytoplanctoniques. En effet, les masses d’eau sont
soumises aux mouvements des marées, par conséquent, les populations phytoplanctoniques
subissent les mêmes déplacements.
Cette étude a permis de mettre en valeur certains appareils et certaines méthodologies qui sont
utiles au suivi de la dynamique du phytoplancton. Nous avons pu observer dans ce rapport les
dynamiques spatiales et temporelles. Cependant, cette étude n’est pas complète, le suivi de la
dynamique phytoplanctonique comprend d’autres appareils de mesures tels que la Cytométrie en
flux, la spectrophotométrie …
Dans le but de traiter les données du flow cam, non traitées pour le moment, un logiciel ZooImage
a été développé. Il permet une reconnaissance automatisée des particules détectées par le Flow
Cam ainsi qu’une classification supervisée grâce à un set d’apprentissage. Le set d’apprentissage
est composé de différents dossiers correspondant aux différents éléments rencontrés lors des
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analyses : différentes espèces de phytoplancton, bulles ou encore déchets (fragment d’algues ou
autres particules). Pour chaque catégorie, il existe des photographies sur lesquels plus de 50
paramètres sont mesurés (hauteur, longueur, diamètre, périmètre, niveau de gris, transparence
etc.). Ce set d’apprentissage n’est pas encore adapté aux images en couleur.
On passe ensuite les échantillons à analyser dans le Flow cam, qui prend en photo les particules
présentes dans l’eau.
Pour l’analyse de données l’outil de classification Random est utilisé. Il s’agit d’un outil composé
d’arbres décisionnels, chaque arbre est directement corrélé avec les paramètres mesurés sur les
photographies, il compare le paramètre sur la photographie analysée et les paramètres types de
chaque espèce et donne une prédiction. Lorsque les prédictions sont concordantes, le logiciel va
classifier automatiquement les photographies selon leurs espèces ou provenance. Il est possible
de régler le nombre d’arbres décisionnels, plus il y a d’arbres, plus un nombre important de
paramètres sont pris en compte, moins il y a d’erreurs.
Avant le développement du Flow cam ainsi que du logiciel ZooImage, IFREMER procédait à
l’analyse de chaque particule. Cet outil permet un gain de temps considérable car on valide 20 à
40% de chaque échantillon avec un taux d’erreur très faible.
Afin d’évaluer cette méthode, l’équipe chargée de son développement a cherché à la comparer
avec des comptages microscopiques. D’autres échantillons ont été analysés avec la méthode
manuelle et la méthode semi-automatisée. Un grand écart a été observé, il est expliqué par les
méthodes divergentes de comptage, la méthode manuelle dénombre des cellules tandis que la
méthode semi-automatisée dénombre des particules. Il a donc fallu ajouter au set d’apprentissage
des données afin qu’il puisse déterminer le nombre de cellules présentes sur la photographie
réalisée. Un comptage a d’abord été réalisé manuellement, en associant chaque image et donc ses
paramètres à un nombre de cellules. L’outil MDA, analyse discriminante non linéaire, a permis
d’associer les paramètres au nombre de cellules présentes sur la photographie. Ainsi après avoir
été pris en compte dans le set d’apprentissage, l’outil permet d’évaluer le nombre de cellules grâce
à ces paramètres (taille de la particule, niveaux de gris …). (Annexe 5)
Ces dernières années, les avancées technologiques ont simplifié le travail des scientifiques et des
chercheurs. L’innovation technologique a permis l’émergence de processus d’analyse
automatisés. Malgré l’adoption de plus en plus généralisée de ces technologies dans la recherche
scientifique, on utilise encore les méthodes d’analyses traditionnelles.
Le LOG réalise un double suivi, premièrement avec les méthodes d’analyses classiques. Celles-ci
sont utilisées depuis 30 ans afin d’étudier le phytoplancton. Elles permettent la détection de
changements à grande échelle. Les résultats produits sont garantis et permettent une continuité
dans les analyses. Cependant ces méthodes d’analyses sont très longues et entrainent par
conséquent une forte demande en main d’œuvre.
Ainsi les techniques automatisées sont de plus en plus utilisées car elles permettent non
seulement de réduire le temps d’analyse, mais aussi d’obtenir des résultats plus précis qui mettent
en évidence des critères difficilement mesurables par l’Homme (tel que la taille d’un organisme
ou la concentration d’une eau en micro-organismes). Il est important de noter que les méthodes
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d’analyses automatisées permettent de surcroît un travail sur le vivant difficilement réalisable
avec les méthodes traditionnelles. L’automatisation permet au LOG de réaliser de nombreux
prélèvements augmentant ainsi la résolution à la fois temporelle mais aussi spatiale, en somme
elle permet la détection de changements plus infimes et un suivi semaine par semaine et en de
nombreux sites de prélèvements stratégiques pour le phytoplancton.
Il est cependant essentiel de conserver, pour le moment, les deux méthodes d’analyse. Les
méthodes traditionnelles sont des méthodes de références qui permettent à la validité des
nouvelles techniques automatisées. Les résultats obtenus grâces aux techniques traditionnelles et
automatisées peuvent ainsi être comparées et les méthodes automatisées calibrées. Dans cette
optique, il est aussi nécessaire de travailler en réseau avec des techniques opérationnelles
communes. Le laboratoire travaille avec SOMLIT et IFREMER afin d’avoir une meilleure
calibration des résultats obtenus.
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Conclusion
Organisme photosynthétique essentiel à l’absorption et à la transformation en oxygène des
émissions anthropiques de CO 2 , le phytoplancton fait l’objet d’une veille mondiale en ce qu’il est,
aussi, un témoin vivant des modifications critiques des écosystèmes marins.
Le suivi de sa dynamique requiert des échantillonnages réguliers dont la première étape repose
sur des prélèvements en mer organisés selon des procédures constantes. Les laboratoires,
comme, au sein du CNRS, le Laboratoire d’Océanologie et de Géosciences (UMR 8187 LOG de
Wimereux) en charge de la veille en Manche orientale, analysent ensuite les échantillons prélevés.
A cette fin, il dispose de différents appareils qui permettent de mesurer de nombreux paramètres
et d’observer leurs évolutions spatiales et temporelles.
La concentration en phytoplancton contenue dans l’eau est mesurée par fluométrie. Ses variations
sont observables entre les différents points de prélèvements, mais aussi tout au long de l’année :
on constate ainsi que la population phytoplanctonique est plus importante dans les estuaires et
diminue progressivement en allant vers le large. On constate encore que, la dynamique majeure
phytoplanctonique est caractérisée par le phénomène de blooms, c’est à dire des floraisons, trois
en Manche orientale, observées de janvier à juillet.
La concentration de quatre espèces-repère est mesurée par le Fluoprob et recherchée dans les
échantillons. Une comparaison des résultats obtenus par fluométrie et via le Fluoprob est
nécessaire : elle met en évidence que les différents blooms observés sont issus de la floraison
d’espèces différentes, à des périodes différentes.
Le Flow Cam est un appareil qui renseigne plus finement sur toutes les espèces présentes dans
l’eau en classifiant chaque particule détectée. Toutefois, l’analyse et la classification automatique
des milliers de photographies effectuées par le Flow Cam ne sont pas encore réalisées, faute de
moyens et de recul sur la pertinence de cette méthode.
Les méthodes utilisées au sein de l’UMR 8187 LOG de Wimereux sont en grande partie
traditionnelles (fluométrie, Fluoprob…), choix tactique qui privilégie l’obtention de résultats
éprouvés et présente l’avantage de permettre des suivis longitudinaux sur une dizaine d’années.
Toutefois, des méthodes et instruments d’analyse automatisés sont désormais disponibles,
promesses de gains en temps d’étude et en main d’œuvre.
Avant de substituer complètement les méthodes automatisées aux méthodes traditionnelles, il
sera utile d’effectuer une comparaison des résultats obtenus par les unes et les autres, et de
procéder en conséquence à des calibrations probantes. Cette évolution est inscrite à l’agenda de
l’UMR 8187 LOG de Wimereux.
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Références
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Table des figures
Figure 1. Photographie microscopique d’une colonie de phaecystis .................................................................... 8
Figure 2. Photographie des dépôts de mousses liés au bloom de phaeocystis ................................................. 8
Figure 3. Organigramme présentant la séquence du prélèvement à l’analyse ................................................. 9
Figure 4. Carte présentant les différents points de prélèvements étudiés (entouré en rouge) .............. 10
Figure 5. Photographie schématique d’une bouteille niskin ................................................................................. 10
Figure 6. Graphique de la gamme etalon....................................................................................................................... 12
Figure 7.Photographie du fluoromètre .......................................................................................................................... 13
Figure 8. Photographie du Fluoprob ............................................................................................................................... 13
Figure 9. Photographie du flow cam ............................................................................................................................... 14
Figure 10. Photographie de la cellule de flux, de la pompe seringue et de l’objectif ................................... 14
Figure 11. Schéma de la composition et du fonctionnement du Flow Cam ..................................................... 15
Figure 12. Représentation schématique de l’organisation du travail ................................................................ 17
Figure 13. Planning organisationnel ............................................................................................................................... 18
Figure 14. Graphique représentant l’évolution spatiale de la concentration en Chlorophylle a, en
Pheophytine a ainsi que le pourcentage de Chlorophylle a présent dans l’eau des echantillons de
surface sur la sortie du 27/03/19 ................................................................................................................................... 20
Figure 15. Graphique représentant l’évolution spatiale de la concentration en chlorophylle a, en
phéophytine a ainsi que le pourcentage de chlorophylle a présent dans l’eau des échantillons de
surface sur la sortie du 16/04/19 ................................................................................................................................... 21
Figure 16. Graphique représentant l’estimation de la concentration en chlorophylle a en fonction des
différents points de prélèvements en surface du 18 janvier au 16 juillet 2019 ............................................ 23
Figure 17. Graphique représentant l’estimation de la concentration en chlorophylle a en fonction des
différents points de prélèvements en profondeur du 18 janvier au 16 juillet 2019 ................................... 24
Figure 18. Graphique présentant la répartition des différents taxons étudiés pour la sortie du 22
février pour les échantillons de surface ........................................................................................................................ 26
Figure 19. Graphique présentant la répartition des différents taxons étudiés pour la sortie du 22
février pour les échantillons de fond .............................................................................................................................. 27
Figure 20. Graphique présentant la répartition des différents taxons étudiés pour la sortie du 22
mars pour les échantillons de surface ............................................................................................................................ 27
Figure 21. Graphique présentant la répartition des différents taxons étudiés pour la sortie du 22
mars pour les échantillons de fond ................................................................................................................................. 28
Figure 22. Graphique présentant la répartition des différents taxons étudiés pour la sortie du 16 avril
pour les échantillons de surface ....................................................................................................................................... 29
Figure 23. Graphique présentant la répartition des différents taxons étudiés pour la sortie du 16 avril
pour les échantillons de fond............................................................................................................................................. 29
Figure 24. Graphique présentant la répartition des différents taxons étudiés pour la sortie du 15 mai
pour les échantillons de surface ....................................................................................................................................... 30
Figure 25. Graphique présentant la répartition des différents taxons étudiés pour la sortie du 15 mai
pour les échantillons de fond............................................................................................................................................. 31
Figure 26. Graphique présentant la répartition des différents taxons étudiés pour la sortie du 3 juillet
pour les échantillons de surface ....................................................................................................................................... 31
Figure 27. Graphique présentant la répartition des différents taxons étudiés pour la sortie du 3 juillet
pour les échantillons de fond............................................................................................................................................. 32
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Figure 28. Evolution de la concentration du taxon Blue green entre le 22/02/19 et le 16/07/19 selon
les différents points de prélèvements en surface ...................................................................................................... 33
Figure 29. Evolution de la concentration du taxon Blue green entre le 22/02/19 et le 16/07/19 selon
les différents points de prélèvements en profondeur ............................................................................................. 34
Figure 30. Evolution de la concentration du taxon Diatomées entre le 22/02/19 et le 16/07/19 selon
les différents points de prélèvements en surface ...................................................................................................... 35
Figure 31. Evolution de la concentration du taxon Diatomées entre le 22/02/19 et le 16/07/19 selon
les différents points de prélèvements en profondeur ............................................................................................. 36
Figure 32. Evolution de la concentration du taxon Cryptophyte entre le 22/02/19 et le 16/07/19
selon les différents points de prélèvements en surface .......................................................................................... 37
Figure 33. Evolution de la concentration du taxon Cryptophyte entre le 22/02/19 et le 16/07/19
selon les différents points de prélèvements en profondeur.................................................................................. 38
Figure 34. Evolution de la concentration du taxon Phaecystis entre le 22/02/19 et le 16/07/19 selon
les différents points de prélèvements en surface ...................................................................................................... 39
Figure 35. Evolution de la concentration du taxon Phaeocystis entre le 22/02/19 et le 16/07/19
selon les différents points de prélèvements en profondeur.................................................................................. 40
Figure 36. Evolution de la concentration des substances dissoutes entre le 22/02/19 et le 16/07/19
selon les différents points de prélèvements en surface .......................................................................................... 41
Figure 37. Evolution de la concentration des substances entre le 22/02/19 et le 16/07/19 selon les
différents points de prélèvements en profondeur .................................................................................................... 42
Figure 38. Photographie réalisée a l’aide du Flow Cam de Chaetoceros Debilis au grossissement 10X
....................................................................................................................................................................................................... 43
Figure 39. Photographie réalisée a l’aide du FLow Cam de Thalassiosira au grossissement 10X ......... 43
Figure 40. Photographie réalisée a l’aide du flow cam de Coscinodiscus au grossissement 4X ............. 43
Figure 41. Photographie réalisée a l’aide du Flow Cam de Ditylium Brightwelli au grossissement 10X
....................................................................................................................................................................................................... 44
Figure 42. Photographie réalisée à l’aide du flow cam d’une colonie de Pseudonitzschia au
grossissement 10X ................................................................................................................................................................. 44
Figure 43. Photographie réalisée à l’aide du Flow Cam d’une colonie de Phaeocystis au grossissement
10x ................................................................................................................................................................................................ 44
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Table des équations
Équation 1 : Equation permettant la détermination de la concentration en chlorophylle a .................... 11
Équation 2 : Equation permettant la détermination de la concentration en phéophytine a .................... 11
Équation 3 : Loi de Beer-Lambert .................................................................................................................................... 12
Équation 4 : Détermination du pourcentage de chlorophylle présent dans l’eau ........................................ 16
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Liste des sigles et abréviations
CNRS : Centre National de Recherche Scientifique
LOG : Laboratoire d’Océanologie et de Géosciences
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Table des annexes
Annexe 1……………………………………………………………………………………………………………………………………..41
Annexe 2……………………………………………………………………………………………………………………………………..42
Annexe 3……………………………………………………………………………………………….…………………………………….43
Annexe 4……………………………………………………………………………………………….…………………………………….44
Annexe 5………………………………………………………………………………………………..……………………………………45
Annexe 6………………………………………………………………………………………………………..……………………………56
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Annexe 1
Le projet DYMAPHY concernant le phytoplancton a été réalisé en Manche entre 2010 et 2014, il
participe au développement d’un système d’observation dynamique pour la détermination de la
qualité des eaux marines basés sur l’analyse du phytoplancton. Des mesures de fluorescence ont
été réalisé sur toute la colonne d’eau grâce à une sonde, ce qui permet d’estimer la concentration
de chlorophylle. Cette étude permet de réaliser un profil de répartition du phytoplancton dans la
colonne d’eau. Il est possible de déterminer les groupes phytoplanctonique grâce à leur
fluorescence et également d’estimer la biomasse, leur état physiologique, leur activité. L’enjeu de
ce suivi est d’étudier le carbone dissout provenant des cours d’eau et qui sont retrouvés dans la
mer. A partir de l’espace il est possible d’estimer la quantité de carbone sous forme dissout dans
l’océan. Ce projet réuni des données in situ précises qui vont permettre une calibration des
satellites. (L. F. Artigas, 2013) Le phytoplancton est très important car ces micro-organismes
microscopiques sont très réactifs à n’importe quel changement de son environnement, il est donc
considéré comme un bon indicateur de la qualité des eaux (Artigas, Phytoplankton - Little Ocean
Drifter with Big Impact - YouTube).
JERICO NEXT est un projet qui s’est déroulé entre 2015 et 2019, dont le coordinateur est
IFREMER. Il participe au renforcement et à l’élargissement d’un réseau de données européen au
sujet du milieu marin dans les eaux côtières. Il existe d’autres finalités de ce projet qui sont de
soutenir les communautés européennes de recherche qui travaillent dans les zones côtières,
permettre le libre-accès aux données produites, démontrer l’efficience et la convenance des
différentes stratégies d’observation ainsi que des technologies exploitées.
Il existe également le projet MARCO qui a débuté en 2014 et prendra fin en 2020. Celui-ci est
soutenu par un Contrat de Plan Etat-Région (CPER) établi entre l’Etat et la région Hauts de France.
Ce projet réunit de multiples laboratoires et organismes, l’ULCO, l’Université de Lille, l’IFREMER,
l’ANSES, le CNRS ainsi que 8 laboratoires (dont le LOG), qui travaillent sur la mise en place d’outils
et d’instruments permettant une approche générale de l’étude du milieu marin, de ses ressources
ainsi que de la qualité de ses produits. Ce projet s’oriente sous différents axes d’études :
l’observation et l’évaluation de l’environnent marin, la structure, le fonctionnement et la
dynamique des écosystèmes, la productivité et la durabilité des ressources halieutiques et
aquacoles, la qualité et la sécurité des ressources aquatiques, la vulnérabilité et usages éco-socio
des systèmes marins et littoraux, l’ingénierie marine et littorale. 5 de ces axes sont étudié au
laboratoire du LOG. Ce projet a l’ambition de favoriser la présentation scientifique, par exemple
dans des revues académiques ou lors de congrès scientifiques.
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Annexe 2
Il existe un Réseau des Stations et Observatoires Marins (RESOMAR) qui réunit de nombreuses
stations, observatoires et laboratoires marins à travers la France entière. Ce réseau permet une
structuration de la communauté scientifique marine française. La coordination des actions
d’observation et des données est un des axes de travail de cet organisme. Ce dernier promeut et
coordonne les projets de recherches. Il tend à être un acteur nationalement organisé. Dans ce but,
RESOMAR contribue aux échanges entre biologistes marins ; de plus une base de données Pelagos
et Bentos sont mis en œuvre.
Il existe de plus un réseau national de dispositifs d’observation du microplancton nommé
PhytObs, ce réseau a deux avantages principaux : la grande fréquence d’échantillonnage mais
aussi de nombreux paramètres mesurés. PhytObs est un réseau qui réunis les données
d’IFERMER, du CNRS ainsi que de plusieurs universités. Ce réseau permettrait d’étudier
l’intégralité des espèces phytoplanctoniques ainsi que le contexte environnant. Dans ce cadre, il
serait possible de comprendre les réactions et les évolutions phytoplanctoniques face au
réchauffement climatique, mais aussi d’estimer la qualité des eaux littorales grâce à des
indicateurs. Le travail en réseau permet la diffusion et le renforcement des compétences.
De plus, il existe un réseau coordonné par IFREMER, appelé REPHY, il s’agit du réseau
d’observation et de surveillance du phytoplancton et de l’hydrologie dans les eaux littorales. Ce
dernier permet le suivi de la dynamique du phytoplancton et du contexte hydrologique
environnant. De plus, IFREMER participe au suivi de la qualité des eaux par le programme
Directive Cadre, Stratégie pour le Milieu Marin (DCSMM). Les objectifs de ce suivi sont d’assurer
une protection ainsi qu’une conservation, il veille également à éviter la détérioration des
écosystèmes marins, en prévenant et éliminant progressivement la pollution. IFREMER a aussi
une fonction de régulation des activités anthropiques sur le milieu marin, pour que celle-ci soient
en adéquation avec un état acceptable des écosystèmes.
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Annexe 3
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Annexe 4
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Annexe 5
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