Neurophysiologie de Marseille (CRN2M) UMR6231 Equipe 2

SOMMAIRE 

Identification de l’établissement p2 

Organigramme p4 

Description des locaux p5 

Domaines d’activité, espèces animales utilisées et justifications, 

les protocoles sur les animaux et les fiches N°2 p30 

Le personnel p131 

Procédures de fonctionnement de l’animalerie p134 

1

IDENTIFICATION DE L’ETABLISSEMENT 

1- Dénomination et adresse 

Institut Jean Roche 

Faculté de Médecine Secteur Nord 

51 Boulevard Pierre Dramard 

13015 Marseille 

2- Téléphone : 

04 91 69 87 05 

04 91 69 87 08 

06 77 03 34 91 

3- Responsables : 

Pr. Alain ENJALBERT 

Directeur du Centre de Recherche de Neurobiologie- Neurophysiologie de 

Marseille (CRN2M) UMR6231 

Tel 04 91 69 89 18 

alain.enjalbert@univmed.fr 

Responsables du plateau technique 

Mourad MEKAOUCHE 

Ingénieur de Recherche CNRS, DMV 

Tel : 04 91 69 87 08 / 06 77 03 34 91 

mourad.mekaouche@univmed.fr 

2 

Jean-Paul HERMAN 

Directeur de Recherche CNRS 

Tel : 04 91 69 87 15 

jean-paul.herman@univmed.fr 

Les personnels animaliers ayant suivi une formation de Niveau 2 

Axel FERNANDEZ 

Jean-Luc FINA 

Christian GOMEZ 

Céline MAZENQ 

4- Société ou organisme dont dépend l’établissement 

Université Aix Marseille II 

Adresse : Jardin du Pharo 

58, Bd Charles LIVON 13007 Marseille 7 

5- Ministère dont relève l’activité de l’établissement : 

Ministère de l’enseignement supérieur et de la recherche 

6- N° SIRET de l’établissement : 

191 318 435 000 10

7- Domaines d’activité 

Recherche fondamentale 

Recherche clinique 

Enseignement et Formation 

8- Locaux 

a- Animalerie centrale : Plan de masse des 4 ème et 5 ème étages du bâtiment B, une 

animalerie de niveau de protection 2 (A2) localisée au bâtiment F. 

b- Animaleries périphériques : pièces d’expérimentation ou stabulation dans les 

laboratoires : Plan de masse des laboratoires. 

9- Protocoles expérimentaux et espèces animales utilisées 

Les protocoles expérimentaux, les espèces animales utilisées, les protocoles pratiqués 

sur les animaux ainsi toutes les justifications mis en œuvre à l’Institut Jean Roche sont 

décris pour chaque équipe utilisatrice de l’animalerie. 

3

ORGANIGRAMME 

Etablissement 

Pr. Alain ENJALBERT 

Directeur 

Dr. Mourad MEKAOUCHE Dr. Jean-Paul HERMAN 

Vétérinaire responsable sanitaire Coordinateur Scientifique 

Personnels ayant suivi une formation approuvée de Niveau II 

Axel FERNADEZ 

Jean-Luc FINA 

Christian GOMEZ 

Céline MAZENQ 

COMITE DES UTILISATEURS 

Le fonctionnement de l’établissement est supervisé par le comité des utilisateurs composé par 

le directeur, le vétérinaire, le responsable scientifique ainsi que les chefs d’équipes de 

recherche utilisateurs de l’animalerie. 

Ce comité décide des orientations de l’établissement dans les domaine zootechniques, éthique 

(sensibilisation à consulter le comité d’éthique régional, réflexion sur la mise en place d’un 

comité d’éthique d’établissement), la gestion des ressources humaines et financière. 

4

DESCRIPTIF DES LOCAUX 

I – ANIMALERIE CENTRALE 

L’animalerie centrale de l’Institut Jean Roche occupe la totalité du 5ème étage du bâtiment B 

de la Faculté de Médecine secteur Nord de Marseille et l’aile nord ainsi que l’aile sud du 

4ème étage de ce même bâtiment. Nous avons aménagé dans l’aile sud une grande pièce pour 

répondre à des besoins supplémentaires en hébergement de rat et de souris. 

Les plans de masse des étages 4 et 5 sont joints. 

Les locaux sont divisés en trois zones auxquelles s’ajoutent les locaux du personnel et les 

sanitaires: 

A – Une zone conventionnelle (dite animalerie A1) de 570 m 2 

comprenant 

A-1 locaux du 5 ème étage du bâtiment B 

� 2 pièces de stabulation rat (26 m 2 x 2) 

� 4 pièces de stabulation souris (26 m 2 et 16 m 2 ) 

� 1 laboratoire d’expérimentation équipé de paillasses (15 m 2 ) 

� 1 pièce dédiée à l’euthanasie et autopsie des animaux équipée d’une paillasse et 

contenant une boîte d’euthanasie à CO2 (8 m 2 ) 

� 1 laverie équipée de deux lave-cages et d’un bac de lavage (26 m 2 ) 

� 1 stock propre attenant à la laverie (13 m 2 ) 

� 1 pièce de stockage des aliments équipée de palettes (13 m 2 ) 

� 1 pièce de stockage de la litière équipée de palettes (39 m 2 ) 

5

NIVEAU 5, BATIMENT B 

6

A-2 locaux du 4 ème étage du bâtiment B 

� 1 pièce de stabulation cobaye (18,2 m 2 ) Elle dispose d’un sol peint et lavable 

avec un siphon de sol pour l’évacuation des eaux de lavage. Une faïence 

murale blanche est posée sur les murs jusqu’à une hauteur de 1,10 m. Au- 

dessus des faïences, les murs sont peints ainsi que le plafond. Murs et plafond 

sont lessivables. Cette pièce est équipée d’un évier, d’une lumière à cycle 

diurne/nocturne 12h/12h. La pièce est climatisée par le système général de 

climatisation de l’animalerie. 

� 1 laverie gros matériels équipée de 2 bacs de lavage (20 m 2 ) Elle est équipée 

d’un sol lavable avec un siphon de sol pour l’évacuation des eaux de lavage et 

de faïences murales blanches sur une hauteur de 1,30 m. Les murs (à partir de 

1,30 m du sol) et le plafond sont peints. L’ensemble de la pièce est lavable. 

Cette pièce est équipée d’une arrivée d’eau froide sur laquelle est branché un 

tuyau pour le lavage du gros matériel. 

� avec un local de stockage de la litière et des aliments (6,5 m 2 ) 

� 1 pièce de prélèvement sanguin automatisé (9.5 m 2 ) équipé de 4 automates de 

prélèvement sanguins de marque ABS. 

� 2 salles de chirurgie équipées de paillasses : Chirurgie 1 (17.5 m 2 ) et Chirurgie 

2 (17 m 2 ) 

� 1 pièce de réveil post-opératoire (13 m 2 ) 

� 1 espace chronobiologie composé d’un lieu de stabulation organisé en box (8,6 

m 2 ) Elle est aménagée sur 2 côtés avec un total de 6 box de 2,20 m de haut. 

Deux box ont une surface de 0,69 m 2 , deux autres de 0,49 m 2 et les derniers de 

0,56 m 2 . L’intérieur de chaque box est aménagé de 4 étagères amovibles 

métalliques. L’éclairage de chaque box est relié à un programmateur à 

l’extérieur. Chaque porte est équipée d’un tuyau de 10cm de diamètre coudé 

qui permet de laisser circuler l’air sans faire entrer de lumière. 

Les box permettent de changer le cycle lumière/obscurité au cours de la 

stabulation. 

7

Attenant à ces box d’hébergement un laboratoire équipé de paillasses (6,2 m 2 ) 

est utilisée pour prélever des structures cérébrales après sacrifice par 

décapitation dans l’obscurité (sous lumière rouge). 

� 1 bloc comportement constitué d’un couloir (8.2 m 2 ) et de 4 pièces : 

comportement 1 (6.1 m 2 ), comportement 2 (5.4 m 2 ), comportement 3 (4. m 2 2) 

et comportement 4 (4 m 2 ) 

� 1 pièce de quarantaine (6,5 m 2 ) 

� 1 pièce B407 nouvellement aménagée d’une superficie de 60.5 m 2 et située à 

l’aile sud du 4 ème étage. Cette pièce n’étant pas reliée au système de 

climatisation et de ventilation de l’animalerie, elle est équipée de 2 climatiseurs 

réversibles et d’une extraction. 

Une sonde thermique y est installée et reliée au système de télésurveillance de 

l’animalerie. 

8


9

B – Une zone propre ou animalerie A1+ au 5ème étage du bâtiment B 

de 180 m 2 

Cette zone diffère de la conventionnelle par la présence d’une barrière physique sous 

forme d’un gradient de surpression, elle comprend : 

� 1 sas d’entrée des opérateurs avec un lavabo et une étagère 

� 1 passe-plat pour le petit matériel et les consommables 

� 2 pièces de stabulation : pour les souris transgéniques, (20 m 2 x 2) 

� 1 laboratoire d’expérimentation équipé de paillasses, de tables, d’un évier avec 

eau chaude et froide, d’un congélateur/réfrigérateur, de meubles sous paillasse 

et d’un stéréomicroscope (21 m 2 ) 

� 1 sas d’entrée de la zone souris nudes avec une armoire (3,2 m 2 ) 

� 1 pièce de stabulation souris nudes (10 m 2 ) 

� 1 pièce d’expérimentation souris nudes équipée d’une paillasse avec un évier, 

d’un meuble sous paillasse (6,3 m 2 ) 

� 1 laverie équipée d’un bac de lavage alimenté en eau froide et chaude, un 

autoclave à double entrée, d’armoires et de tables, d’un passe-plat 

� 1 pièce de stockage du matériel stérile (9 m 2 ) 

� 1 sas de sortie des opérateurs avec une douche et un lavabo (11m 2 ) 

10


11

C – Une zone A2 ou Animalerie A2, bâtiment F 

Cette zone est réservée à l’hébergement de rat et souris inoculés par des agents viraux 

de niveau de protection 2. En effet ces agents sont souvent utilisés comme traceur ou 

pour induire l'expression d'un gène exogène dans le système nerveux central. 

Cette zone est soumise à un gradient de dépression et s’étend sur 43.45m 2 constituée 

d’un sas (3.64m 2 ) et d’une pièce d’hébergement de 16.43m 2 contenant trois armoires 

ventilées elles mêmes en dépression. Cette pièce sert à la fois d’hébergement et 

d’expérimentation. Elle est équipée d’une hotte de change et d’un poste de sécurité 

microbiologique (PSM) dans lequel sont pratiquées toutes les inoculations et les 

manipulations des animaux inoculés. Une pièce attenante au module A2 d’une 

superficie de 25.2 m 2 sert de stockage, d’autoclavage. 

12

Animalerie A2 

Bâtiment EF, niv2 

13

Pièce de stocakage et d’autoclavage(25.2 m 2) 

14 

Double sas(4.7 m2) Pi 

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D - Locaux du personnel 

1 – Aile Nord, 4ème étage 

� le bureau des animaliers (14,5 m 2 ) 

� 1 vestiaire homme avec une douche (9 m 2 ) 

� 1 vestiaire femme avec douche (8 m 2 ) 

� des sanitaires (6,4 m 2 ) 

2 – Aile Sud 4ème étage 

� le bureau de l’ingénieur (20 m 2 ) 

� des sanitaires (6,4 m 2 ) 

L’ensemble des locaux est ventilé et climatisé, équipé avec les dispositifs de sécurité imposés 

par la réglementation. 

15

II – PIECES D’EXPERIMENTATION DANS LES 

LABORATOIRES 

Pour chaque laboratoire, un plan de masse est présenté. 

1 - Centre de Recherche de Neurobiologie- Neurophysiologie de Marseille 

(CRN2M) UMR6231 

Pièce A327bis – Bâtiment A, 3ème étage : il s’agit d’une pièce utilisée pour les prélèvements 

de cerveaux embryonnaires ou d’hypophyses en vue de leur mise en culture. La pièce est 

climatisée et dispose de sol et murs lavables et d’un faux plafond. Elle est équipée d’une 

paillasse avec évier et d’une hotte à flux laminaire horizontal pour la dissection des tissus 

embryonnaires. 

16

Pièce B214a – Bâtiment A, 2ème étage : cette pièce est réservée aux sacrifices par 

décapitation ou surdose de pentobarbital avant perfusion. 

Elle est équipée : d'un évier, de paillasses carrelées, de placards, d'une table métallique avec 

siphon sur laquelle sont généralement effectués les sacrifices et d'une table aspirante 

métallique sur laquelle sont faites les perfusions. Le sol est en tomettes lavables, les parois 

sont lavables et il y a un faux plafond lavable. 

Pièce F037 b – Bâtiment F, rez-de-chaussée : cette pièce est utilisée pour des prélèvements 

d’organes après anesthésie générale et perfusion.. 

Elle est équipée d’une hotte aspirante avec paillasse en verre, d’une paillasse en verre avec un 

évier et d’une table pour dissection. Le sol est carrelé, les murs sont peints et lavables. 

Pièce F048 – Bâtiment F, rez-de-chaussée : cette pièce est utilisée pour l’euthanasie des 

animaux par décapitation et prélèvement d’organes pour des études électrophysiologiques. 

17

Elle est pourvue d’une paillasse en verre et un évier, murs et sol lavables et lessivables, elle 

est climatisée. 

Pièce F054 – Bâtiment F, rez-de-chaussée : cette pièce est utilisée pour l’euthanasie des 

souris par dislocation cervicale et prélèvement de l’intestin pour les études mécanographiques 

(enregistrement de l’activité mécanique du tube digestif). Elle est pourvue d’une paillasse en 

verre et un évier, murs et sol lavables et lessivables, elle est climatisée. 

Pièce F059 – Bâtiment F, rez-de-chaussée : cette pièce est utilisée pour une stabulation 

temporaire de 2 jours à une semaine. 

Elle est composée d’une paillasse en verre et d’un évier et d’une étagère. Le sol est carrelé 

ainsi que les deux tiers inférieurs des murs. Le tiers supérieur des murs est peint et lavable. Il 

y a la présence d’un siphon au sol. La pièce est équipée d’une lumière à cycle jour/nuit de 

12h/12h. 

18

Pièce F156/157 – Bâtiment F, 1 er étage : cette pièce sera utilisée pour le sacrifice des animaux 

et prélèvement de tissus pour la culture cellulaire. 

Elle est équipée de paillasses carrelées, de deux éviers. Le sol est carrelé, les murs sont peints 

et lessivables. Présence d’un poste d’enregistrement d’électrophysiologie in vitro 

Pièce E 210 – Bâtiment E, 2ème étage : cette pièce est utilisée pour le maintien et 

l’observation à court terme (quelques heures) puis le sacrifice de souris après injection de 

différentes substances. 

Cette pièce est équipée d’un évier, d’une paillasse carrelée, d’un plan de travail lavable, d’un 

sol carrelé et lavable, d’un faux plafond, de portoirs pour cages, de stores et d’un congélateur. 

Elle est aérée et climatisée. 

19

2 – Neurobiologie des interactions cellulaires et neuropathologie UMR 6184 

avec trois équipes. 

Pièce A036 – Bâtiment A : cette pièce est utilisée pour l’anesthésie générale, perfusion et 

prélèvement de tissus pour procéder à des cultures cellulaires. Elle est pourvue de deux 

paillasses en verre et un évier, murs et sol lavables et lessivables, elle est climatisée. Elle 

contient une hotte et un poste de sécurité microbiologique. 

20

3 – Neurobiologie des canaux ioniques UMR 641 

Pièce C009 – Bâtiment C, rez-de-chaussée : cette pièce sert à l’anesthésie générale suivie 

d’euthanasie en vue de prélèvement d’organes. Il s’agit d’une pièce incluse dans le 

laboratoire. Le sol est recouvert de linoléum lavable, un évier est immédiatement attenant à la 

pièce. 

Pièce C011 – Bâtiment C, rez-de-chaussée : cette pièce sert à l’anesthésie générale des 

animaux suivie d’euthanasie par décapitation en vue de prélèvement d’organes pour des 

études biochimiques, des mises en culture ou des enregistrements électrophysiologiques d’une 

part, pour des perfusions en vue d’études histologiques d’autre part. 

Elle est équipée sur toute sa longueur opposée à la porte d’une paillasse constituée d’un plan 

de travail en mélaminé lavable reposant sur trois meubles sous paillasse, et comportant un 

21

évier deux bacs alimenté en eau froide. L’évier est surplombé d’un poste de distribution d’eau 

Millipore. Le mur attenant à la paillasse (longueur + retour gauche côté évier) est recouvert 

d’une plaque de protection en plastique lisse lavable de 1cm d’épaisseur et 62 cm de hauteur, 

jointoyé à la paillasse par du joint silicone. Le sol est recouvert de dalles plastiques. 

Elle est équipée d’un détecteur de fumée, d’un bandeau de prises au-dessus de la paillasse. 

Contre le mur de gauche se trouve l’enceinte à solvants Captair pour les perfusions, équipée 

de filtres amovibles et d’un détecteur électronique de saturation ; lors des prélèvements le bac 

à perfusion est placé dans l’enceinte et connecté à l’arrivée d’eau de l’évier pour réaliser un 

système de circulation d’eau en continu dans la partie du bac destinée à recueillir les liquides 

de perfusion s’écoulant de l’animal (solution de Krebs-Heinsleit et solution de 

paraformaldéhyde). 

Pièce 011 

Pièce 009 

Bâtiment C, niv0 

22

Pièce C118 – Bâtiment F, 1 er étage : cette pièce est utilisée pour l’euthanasie des animaux 

par décapitation après anesthésie générale à l’isoflurane. L’euthanasie est suivie de 

prélèvement d’organe pour des études éléctrophysiologiques. 

La pièce est climatisée, pourvue de paillasse et d’un évier. Les murs et sols sont lavables. 

23

Pièce 118 

Bâtiment C, Niv 1 

24

4 – Physiologie et physiopathologie en conditions d’oxygénation extrêmes 

(P2COE) UMR MD2 avec deux équipes. 

Pièce F013 – Bâtiment F, rez-de-chaussée : cette pièce est utilisée pour des études de 

sensibilité viscérale et somatique désoxy et/ou suractivité chez le rat. 

Elle est équipée d’un split système qui permet le conditionnement en température et 

l’extraction de l’air ambiant. Elle comprend deux paillasses et un évier. Le sol (grès) et les 

murs sont lavables. 

Pièce F007 – Bâtiment F, rez-de-chaussée : cette pièce est destinée à la stabulation des 

animaux dans une chambre de conditionnement pouvant accueillir 10 à 12 rats. A l’intérieur 

de la chambre, l’atmosphère est contrôlée (analyse simultanée et permanente de la 

composition en oxygène et gaz carbonique, mesure de température et d’hygrométrie relative ; 

système de rétrocontrôle actif permettant d’ajuster la concentration fractionnaire d’oxygène 

(FIO2) à + 1% près et d’ouvrir la chambre à l’air ambiant par déclenchement d’une alarme 

basse (FIO2 < 9 %) ; absorption du CO2 produit par cartouches de chaux sodée ; absorption de 

l’excès de vapeur d’eau par cartouches de silicagel.) 

Cette pièce est aussi équipée d’un tapis roulant à environnement hypoxique normobare. 

Elle comprend une paillasse carrelée et un évier (évacuation des eaux usées de la chambre de 

conditionnement). Le sol (grès) et les murs sont lavables. Elle est climatisée. 

25

Pièce A912 – Bâtiment A, sous-sol : cette pièce est utilisée pour les interventions 

chirurgicales sous anesthésie générale ou le sacrifice d'animaux soit par décapitation à la 

guillotine après anesthésie à l'halothane soit par injection de pentobarbital intracardiaque 

toujours après anesthésie à l'halothane. 

La pièce est climatisée et dispose d'un sol et de murs lavables. Elle est équipée de paillasses 

avec évier, de placards, d'une hotte aspirante. 

Pièce A909 – Bâtiment A, sous-sol : il s'agit d'une pièce utilisée pour l'expérimentation 

animale avec une enceinte hyperbare (Caisson 3), un tableau de commande et des bouteilles 

de gaz sous pression. 

La pièce est climatisée et dispose d'un sol et de murs lavables. Elle est équipée de paillasses, 

de placards. Cette pièce comprend des appareils d'enregistrements de données et des 

ordinateurs qui pilotent et contrôlent l'expérience et le recueil des données. 

26


animale avec une enceinte hyperbare (Caisson 2) et des bouteilles de gaz sous pression. 

La pièce dispose d'un sol et de murs lavables. Elle est équipée d'une paillasse avec éviers, de 

placards, d'un tableau de commande des gaz, d'appareils d'enregistrements de données et 

d'ordinateurs qui pilotent et contrôlent l'expérience et le recueil des données. 

Pièce A904 – Bâtiment A, sous-sol: Animalerie pour animaux chroniques : cette pièce est 

utilisée pour garder les animaux bio-instrumentés. 

La pièce est équipée d’enceintes en surpression type IFFA CREDO, d'une paillasse avec 

évier, d'un système de climatisation. 

Les murs sont peints avec une peinture lavable. Les parties du sol non carrelées sont peintes 

avec une peinture de sol lavable. 


animale avec une enceinte hyperbare (Caisson 1) et des bouteilles de gaz sous pression. 

La pièce dispose d'un sol et de murs lavables; elle est équipée d'une paillasse, de placards. 

Cette salle comprend des appareils d'enregistrements de données et des ordinateurs qui 

pilotent et contrôlent l'expérience et le recueil des données. Elle dispose en plus d'un box 

d'enregistrement de données électrophysiologiques en expérimentation aiguë ou chronique. 

27

Pièce 912 Pièce 909 

Pièce C008 – Bâtiment C, rez-de-chaussée : il s'agit d'une pièce utilisée pour 

l'expérimentation animale avec une enceinte hyperbare (Caisson 4). 

Les murs et le sol (revêtement plastique) sont lavables. La pièce est équipée d'une paillasse, 

de placards, d'un tableau de commande des gaz, d'appareils d'enregistrements de données et 

d'ordinateurs qui pilotent et contrôlent l'expérience et le recueil des données. 

28 

Pièce 905 

Pièce 904 

Pièce 902 

Bâtiment AB, Niv -1

DOMAINES D’ACTIVITE, ESPECES ANIMALES 

UTILISEES ET JUSTIFICATIONS, LES 

PROTOCOLES SUR LES ANIMAUX ET LES 

FICHES N° 2 

Le centre de transgénèse est une animalerie commune mise à la disposition des chercheurs, 

ingénieurs et techniciens et étudiants pratiquant l’expérimentation sur l’animal vivant dans le 

cadre de leur recherche sur le site de la faculté de médecine nord. Les laboratoires utilisateurs 

de l’animalerie sont : 

1 - Centre de Recherche de Neurobiologie- Neurophysiologie de Marseille (CRN2M) 

UMR6231 avec huit équipes de recherche. 

2 – Neurobiologie des interactions cellulaires et neuropathologie UMR 6184 avec trois 

équipes. 

3 – Neurobiologie des canaux ioniques UMR 641 avec trois équipes. 

4 – Physiologie et physiopathologie en conditions d’oxygénation extrêmes (P2COE) 

UMR MD2 avec deux équipes. 

5 – Neuron Experts une entreprise privée 

Dans ce qui suit, nous allons décliner par laboratoire et par équipe successivement : le 

domaine d’activité et sa justification, les espèces animales utilisées et justification, les 

protocoles sur les animaux et enfin le personnel expérimentateur. 

30

Centre de Recherche de Neurobiologie- 

Neurophysiologie de Marseille (CRN2M) UMR6231 

Equipe 1 

Intitulé : Signalling in Neuroendocrine Tumors (SIGNET) 

Responsable : Dr. Anne BARLIER 

31

Intitulé : Signalling in Neuroendocrine Tumors (SIGNET) 

Responsable : Dr. Anne BARLIER 

A – Domaine d’activité et justification 

Léquipe s’attache à mieux comprendre la tumorigenèse des tumeurs neuroendocrines et en 

particulier des tumeurs hypophysaires. Les chercheurs s’intéressent à la signalisation 

intracellulaire pour mieux comprendre quels sont les réseaux complexes de signalisation qui 

permettent le contrôle, de manière extrêmement fine et adaptative au contexte 

environnemental, de la sécrétion hormonale et comment une dérégulation de cette 

signalisation intervient dans la tumorigènese et dans les résistances aux thérapeutiques 

actuelles par les analogues de la somatostatine et de la dopamine. 

Dans l’objectif d’établir de nouvelles stratégies thérapeutiques, l’équipe a développé un 

modèle de xénogreffes de tumeurs neuroendocrines sur des souris immuno-déficientes afin 

d’évaluer l’efficacité de nouvelles molécules pharmacologiques sur la croissance tumorale et 

l’hypersécrétion hormonales d’origine tumorale. 

B – Espèces animales utilisées et justification 

� Des souris nudes sont utilisées pour pratiquer des xénogreffes des cellules murines 

hypophysaires du fait de leur immuno déficience. 

� Souris transgéniques 

C – Protocole expérimental sur l’animal 

Les souris sont anesthésiées à l’isoflurane (poste d’anesthésie gazeuse) et reçoivent en sous 

cutané 200 microlitres d’une solution contenant ou non 2 millions de cellules tumorales 

hypophysaires murines pour induire l’apparition d’une tumeur. Deux jours après, les animaux 

sont à nouveau anesthésiés (anesthésie gazeuse). On fait une petite incision de la peau, au 

niveau du flanc où les cellules ont été injectées. On introduit sous la peau, une micropompe 

osmotique contenant la substance à étudier, à proximité des cellules. La micropompe perfuse 

la substance jusqu’au, jour du sacrifice (14 e jour). Les souris sont anesthésiées à l’isoflurane, 

32

tous les 2-3 jours, pendant 3 minutes, le temps nécessaire pour examiner et mesurer la tumeur 

induite, à l’aide d’un poste d’imagerie de fluorescence du petit animal. A la fin de 

l’expérience les animaux sont euthanasiés (anesthésie puis décapitation) pour le prélèvement 

du sang et de la tumeur. 

Pendant ces 14 jours post greffe, les animaux sont observés quotidiennement. Cette 

inoculation de cellules tumorales n’engendre aucune souffrance apparente. Bien évidemment 

la mise en place de pompe osmotique est un acte chirurgical pratiqué par le membre le plus 

compétent de l’équipe en matière d’expérimentation animale et autorisé à faire de la 

chirurgie : Dr. Ramehefarizo RASOLONJANAHARY. 

D - Liste des membres de l’équipe 

Ramehefarizo RASOLONJANAHARY N° d’autorisation : 13-95 (renouvellement en 

cours) 

Corinne GERARD N° d’autorisation : 13-103 (renouvellement en cours) 

Sylvie THIRION N° d’autorisation : 13-180 (renouvellement en cours) 

Cathy ROCHE (inscrite en formation de niveau1) 

Christophe LISBONIS (inscrit en formation de niveau2) 

33

Cadre réservé à 

l’Administration 

Administration de 

substances sur animaux 

vigiles 



anesthésiés 

Examens cliniques sur 

animaux vigiles 


animaux anesthésiés 

(les décrire au verso) 

Prélèvement de 


vigiles 



anesthésiés (les décrire 

au verso) 

Euthanasie des 

animaux en vue 

d’examens et 

prélèvements 

Interventions 

chirurgicales (les 

décrire au verso) 

Conditionnement, 

apprentissage 

Autre protocole (à 

préciser) 

FICHE DE RENSEIGNEMENTS SUR LES PROTOCOLES MIS EN OEUVRE ET LES ANIMAUX 

UTILISES FICHE N° 2 

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Décrire de façon précise les protocoles suivants : 

-Examens cliniques sur animaux anesthésiés : 

Les souris sont anesthésiées à l’isoflurane (poste d’anésthesie gazeuse), tous les trois jours, pendant 2-3 

minutes, le temps nécessaire pour examiner et mesurer la tumeur induite, à l’aide d’un poste d’imagerie 

de fluorescence du petit animal. 

- Prélèvement de substances sur animaux anesthésiés : 

- Interventions chirurgicales : 

Les souris sont anesthésiées à l’isoflurane et reçoivent en sous cutané 200 microlitres d’une solution 

contenant ou non 2 millions de cellules tumorales hypophysaires murines pour induire l’apparition d’une 

tumeur. Deux jours après, les animaux sont à nouveau anesthésiés. On fait une petite incision de la peau 

au niveau du flanc où les cellules ont été injectées. On introduit sous la peau, une micropompe osmotique 

contenant la substance à étudier et ceci à proximité des cellules. La micropompe perfuse la substance 

jusqu’au jour du sacrifice (14 e jour). Les animaux sont euthanasiés et on prélève la tumeur après incision 

de la peau 

- Autres protocoles : 

Préciser les espèces utilisées pour les animaux suivants : 

-Primates non humains : 

-Autres carnivores domestiques : 

-Autres rongeurs : 

-Autres lagomorphes : 

-Autres oiseaux : 

-Reptiles : 

-Autres amphibiens : 

-Poissons : 

Préciser les autres espèces utilisées, mentionnées dans la dernière colonne du tableau : 

35




Intitulé : Interactions neuroimmunes et pathologies du système 

nerveux 

Responsable : Dr. José BOUCRAUT 

36

Intitulé : Interactions neuroimmunes et pathologies du système nerveux 

Responsable : Dr. José BOUCRAUT 


Toutes les pathologies du système nerveux sont caractérisées par des processus de neuro- 

inflammation associant réaction astrogliale et microgliale et infiltration de cellules immunes. 

Les mécanismes de recrutement de cellules immunes et les caractéristiques des cellules 

immunes recrutées sont encore très mal connus. 

L’objectif premier est de caractériser cette neuro-inflammation, et notamment les cellules 

immunes recrutées dans des modèles soit d’agression auto-immune du système nerveux, soit 

de neurogénérescence ou la neuro-inflammation « suit » la perte neuronale. 

Il était classiquement considéré que cette inflammation jouait des rôles délétères. En fait, on 

confère à certaines populations immunes recrutées, des rôles neuroprotecteurs. Ce serait le cas 

notamment d’effecteurs de l’immunité innée, comme les NK, les NKT et les monocytes. 

Le deuxième objectif est de prouver ce concept en manipulant ou déplétant ces populations in 

vivo et en utilisant des modèles de culture et de co-culture de cellules immunes et de cellules 

neurales in vitro. 


� espèce : souris 

� souris de souche C57BL/6, B6/SJL ou 129sv contrôles ou transgéniques ou KO pour 

certains gènes d’intérêt 

� Souris transgéniques SOD1, modèle de sclérose latérale amyotrophique. 

� Souris NKp46 YFP : suivi des populations Natural Killer. 

� Souris EDG8 : souris déficientes dans un récepteur qui contrôle la circulation des 

cellules NK. 


� Induction d'une maladie expérimentale, encéphalite auto-immune expérimentale 

37

(EAE) par injection de peptide encéphalitogène en 2 injections sous-cutanées dans les 

flancs. La pathologie se caractérise par une paralysie d’évolution postéro antérieure 

jusqu’à, dans les formes les plus graves, une paralysie complète des membres postérieurs 

vers J16-18. Cette phase dite aiguë est suivie d’une phase chronique avec une atteinte 

moins grave de type faiblesse du train postérieur. 

� Ablation chimique des neurones olfactifs par injection d’un herbicide, le dichlobenil 

� Etude du comportement. 

Suivi du poids et du score de paralysie par une simple analyse clinique, visuelle et 

manuelle, sans appareillage 

� Injection de drogues et de cellules i.p ou i.v 

� Prélèvement de tissus après euthanasie. 

� L’anesthésie au pentobarbital injecté par voie i.p. suivie ou non d’une 

Perfusion intracardiaque au PBS froid ou au PBS PFA4% pour respectivement analyse 

des tissus nerveux pour dissociation et analyse en cytométrie en flux, microdissection pour 

analyse en qPCR et analyse en immunohistologie 

� Prélèvement de sang. Par la technique de prélèvement rétro-orbital avec un capillaire 

hépariné après une anesthésie légère et brève à l’halothane 

� Culture de cellules : soit à partir de souriceaux nouveaux-nés, soit à partir d’embryon, 

soit à partir de souris adultes en fonction des types cellulaires. 


Gilda RAGUENEZ N° d’autorisation : 04882(demande de transfert et de renouvellement en 

cours) 

Florence PELLETIER, titulaire d’un niveau 2 

Natalia POPA, titulaire d’un niveau 2 et inscrite en formation de niveau 1 

El Cherif IBRAHIM, N° d’autorisation : 13-252 (renouvellement en cours) 

38



p c c f a s r c h h a l g a b o p c é c a r a p x a p a 


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-Reptiles : 


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Intitulé : Rôles des facteurs de transcription et les gènes horloges 

dans la pathophysiologie de l'hypophyse 

Responsable : Dr. Jean-Paul HERMAN et Dr. Thierry BRUE 

41

Intitulé : Rôles des facteurs de transcription et les gènes horloges dans la 

pathophysiologie de l'hypophyse 

Responsable : Dr. Jean-Paul HERMAN et Dr. Thierry BRUE 


La thématique générale de l’équipe est définie par l'intitulé de l'équipe. Plus précisément, elle 

aborde trois questions. 1) Quels sont les mécanismes moléculaires de déficit hypophysaire 

d'origine génétique chez l'homme et, plus particulièrement, l'implication de mutations de 

facteurs de transcription hypophysaires. L'approche de cette question n'implique pas 

l'utilisation de modèles animaux. 2) Quels sont les rôles physiologiques, non- 

développementaux, de deux facteurs hypophysaires, POU1F1/PIT-1 et PITX2. Cette question 

est étudiée en partie à travers l'utilisation de modèles animaux transgéniques que l’équipe a 

développés. 3) Quels sont les mécanismes moléculaires, transcriptionnels, de la rythmicité de 

l'expression de certains gènes, notamment de la prolactine. Certains aspects de cette question 

demandent de mesurer des paramètres biochimiques dans l'hypophyse, donc l'utilisation 

d'animaux. 


L’espèce utilisée est la souris. 

Il s'agit essentiellement de modèles transgéniques, établis en partie au laboratoire, permettant 

de tester le rôle de certains facteurs de transcription (POU1F1/PIT1, PITX2) dans la 

différentiation et la physiologie de l'hypophyse, problématique qui ne peut pas être abordée 

autrement que par ces modèles. 

L'évaluation de paramètres moléculaires/physiologiques in vivo demande également le 

prélèvement d'organes chez l'animal. 


� -Anesthésie à l’aide du mélange Imalgéne 100mg/kg et Rompun, 10mg/kg suivie de 

perfusion intracardiaque d'un fixateur. Prélèvement de différents organes en vue 

d'examens histologiques. 

42

� -Euthanasie à l’aide du dioxyde de carbone (CO2) suivie de prélèvement de différents 

organes en vue de dosage biochimiques. 

� Anesthésie à l’aide du mélange Imalgéne 100mg/kg et Rompun, 10mg/kg et 

implantation chirurgicale de cathéters jugulaires ou carotidiens chroniques. 

Prélèvements sanguins répétés sur l'animal éveillé et libre de ses mouvements. 


Jean-Paul HERMAN, N° d’autorisation : 13-50 

Denis BECQUET, N° d’autorisation : 13-002 

Anne-Marie FRANCOIS BELLAN, N° d’autorisation : 13-197 

Marie-Hélène QUENTIEN, (demande d’autorisation en cours) 

Séverine GUILHEM, titulaire d’un niveau 2 

Nicolas JULIEN, titulaire d’un niveau 2 

Mathias MORENO, titulaire d’un niveau 2 

43



p c c f a s r c h h a l g a b o p c é c a r a p x a p 


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Anesthésie à l’aide du mélange Imalgéne 100mg/kg et Rompun, 10mg/kg et 

implantation chirurgicale de cathéters jugulaires ou carotidiens chroniques. 

Prélèvements sanguins répétés sur l'animal éveillé et libre de ses mouvements. 








-Reptiles : 


-Poissons : 


45




Intitulé : Canaux ioniques et Transduction sensorielle 

Responsable : Dr. Patrick DELMAS 

46

Intitulé : Canaux ioniques et Transduction sensorielle 

Responsable : Dr. Patrick DELMAS 


L’équipe « Canaux ioniques et Transduction sensorielle » cherche à identifier les processus 

cellulaires et moléculaires nécessaires au codage neuronal des informations sensitives et 

douloureuses. Nous travaillons autour de deux axes principaux. 

Le premier axe se concentre sur le canal sodium Nav1.9, atypique autant par ses propriétés 

électrophysiologiques que par sa localisation. Son expression est restreinte aux neurones 

nociceptifs des ganglions dorso-rachidiens et aux neurones entériques (situés dans le tube 

digestif). L’activité de ce canal est régulée par les facteurs de l’inflammation et l’ensemble de 

ses propriétés laisse à penser qu’il agit en optimisant la détection de la douleur. Le but de nos 

travaux est d’associer des approches moléculaires, cellulaires et comportementales afin de 

démontrer le rôle central du canal Nav1.9 dans les mécanismes d’hyperexcitabilité neuronale 

à la base de la physiopathologie des douleurs chroniques. 

Le deuxième axe de recherche de l’équipe se focalise sur les acteurs moléculaires et 

cellulaires de la mécanosensation chez les mammifères. Deux études sont menées en 

parallèle. L’une cherche à identifier, par l’utilisation de souris transgéniques, et comprendre le 

fonctionnement des acteurs moléculaires de la mécanosensation dans les ganglions dorso- 

rachidiens. La deuxième étude s’intéresse au rôle des cellules de Merkel dans les propriétés 

sensitives de la peau humaine. 


Souris : Du fait de la disponibilité de nombreux modèles génétiquement modifiés 

(invalidation de gènes d’intérêt ou expression de nouveaux gènes), la souris est l’espèce la 

plus utilisée dans l’équipe. 

Rat : Cette espèce constituait un modèle de choix avant l’avènement des souris transgéniques. 

Il est encore un peu utilisé car bien connu. 

Cobaye : Cet animal constitue le modèle historique pour l’étude du système nerveux 

entérique. Les connaissances engrangées et une accessibilité aisée des neurones entériques 

chez le cobaye font que cette espèce est encore très largement utilisée dans ce domaine. 

47


� Prélèvement d’organes après euthanasie : pour toutes les espèces utilisées, les 

animaux sont anesthésiés à l’isoflurane (anesthésie gazeuse) avant euthanasie par 

exsanguination ou décapitation. Les organes d’intérêt sont ensuite prélevés. 

� Chirurgie et administration de substances sur animaux anesthésiés : ouverture de 

la boîte crânienne sur des rats et souris sous anesthésie gazeuse (isoflurane) pour 

injection dans les méninges de marqueurs neuronaux rétrogrades. 

� Administration de substances sur animaux vigiles (voir déclaration protocoles 

douloureux) : plusieurs substances sont administrées de manière chronique 

(oxaliplatine) ou phasique (caragénine) chez des rats et des souris. Ces animaux 

constituent des modèles de douleurs inflammatoires ou chimio-induites. Cette douleur 

est ensuite régulièrement testée dans des tests comportementaux (nociception 

mécanique, thermique) dans des conditions contrôles et lors d’applications de 

molécules pouvant modifier cette réaction douloureuse. 


Marcel CREST, N° d’autorisation : 13-244 (renouvellement en cours) 

Bruno MAZET, N° d’autorisation : 13-262 

François MAINGRET, (demande d’autorisation en cours) 

Françoise PADILLA, (demande d’autorisation en cours) 

Nancy OSORIO, N° d’autorisation : 13-254 

Lise RODAT-DESPOIX N° d’autorisation : 13-365 

48





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Injection de marqueurs au niveau des méninges (sous anesthésie gazeuse par Isoflurane, 

rat/souris): 

La peau de l’animal est incisée au niveau de la boite crânienne. Une trépanation de la 

boite crânienne à l’aide d’une fraise de dentiste (1mm x 1 mm) est pratiquée pour avoir 

accès aux méninges et à la couche externe de la dure mère. Le traceur fluorescent 

rétrograde (Neurotrace DiI tissu labeling paste, Invitrogen) est déposé au niveau de la 

dure mère. L’os de la boite crânienne est remis en place et la peau suturée. L’animal est 

enfin replacé dans sa cage sous lampe chauffante jusqu’au réveil. 








-Reptiles : 


-Poissons : 


50

Déclaration de protocoles douloureux 

PROTOCOLE 1 

DECLARATION DE PROTOCOLES DOULOUREUX OU SUSCEPTIBLES 

D’ENGENDRER LA DOULEUR SUR ANIMAUX VIVANTS 

Article R214-91 Code rural 

Nom et Prénom : Rodat-Despoix Lise 

Grade : 

Fonction : Chercheur non statutaire 

IDENTIFICATION DU DEMANDEUR : 

Autorisation d’expérimenter sur animaux vivants : n°: 13.365 

Autorisation de protocole douloureux : n°16-13122010 

IDENTIFICATION DE L’ETABLISSEMENT D’EXPERIMENTATION ANIMALE 

Agrément des locaux d'expérimentation : N° C 13-055-8 Date de notification : 30/01/07 

INFORMATION CONCERNANT LE PROTOCOLE EXPERIMENTAL 

Intitulé : Rôle de la polycystine 1 et du canal TRPA1 dans les douleurs 

neuropathiques chimio-induites 

Date prévue pour le début de la mise en œuvre du protocole : 01/01/2011 

Date prévue pour la fin de l'expérimentation : 01/01/2012 

Objectifs et retombées attendues : L’objectif de cette étude est d’étudier l’allodynie mécanique et 

thermique induite par un traitement à un agent anticancéreux 

: l’oxaliplatine. 

L’originalité de notre protocole est d’investiguer le rôle de 

deux protéines (PC1 et TRPA1) dans ces mécanismes 

d’allodynie, afin de pouvoir à terme en faire des cibles 

thérapeutiques dans le traitement des neuropathies 

douloureuses chimio-induites. 

Techniques expérimentales utilisées : 

- Injections : Injection intrapéritonéale unique d’oxaliplatine (3 mg/kg) 

diluée dans une solution glucosée à 5% ou d’un volume 

équivalent de solution saline. Les souris sont ensuite 

phénotypées pendant 3 semaines, tous les jours la 

première semaine puis tous les deux jours les deux 

suivantes. Durant toute la durée du test, l’animal est sous 

surveillance. A la fin du test l’animal est sacrifié. 

51

- Test de Von Frey : Test qui permet de mesurer le seuil de tolérance à la 

douleur. L’animal est placé dans une cage en plexiglas 

posée sur une surface grillagée surélevée. On applique sur 

la surface plantaire de la patte arrière injectée des filaments 

ayant une force de pression croissante, jusqu’à la pression 

qui entraine le réflexe de retrait de la patte. Cette pression 

représente le seuil de tolérance de l’animal. Le filament 

ayant provoqué le retrait de la patte est testé 3 fois à 10-15 

minutes d’intervalle pour confirmer le test. Durant toute la 

durée du test, l’animal est sous surveillance et à aucun 

moment son comportement n’est modifié (toilettage, activité 

locomotrice, activité d’exploration). 

- Test de cold plate / hot plate : Test qui mesure la latence de réaction de l’animal à une 

stimulation thermique d’intensité constante. La souris est 

placée sur une surface métallique dont la température est 

fixée (de 15°C à -4°C pour les températures froides, à 54°C 

pour les températures chaudes). Nous mesurons le temps 

nécessaire pour que l’animal cherche à échapper à cette 

stimulation thermique en sautant de la plaque. Les animaux 

ne présentant aucun comportement de fuite sont retirés de 

la plaque au bout de 60 secondes. 

Existe-t-il des méthodes alternatives pour réaliser ce travail : Si OUI justifiez leur non 

utilisation : 

NON 

Espèces animales qui seront utilisées : 

Souris (C57BL6, TRPA1 KO, PC1 KO conditionnel) 

Justifiez le choix de l'espèce animale et le nombre d'animaux utilisés : 

Nous utilisons la souris, car nous possédons des lignées de souris KO conditionnel pour la 

polycystine 1 (PC1) ainsi que des souris knock-out pour le canal TRPA1. Selon la 

reproductibilité des résultats pour chaque condition, nous estimons qu’il faudra 15 à 20 souris 

mâles par condition (saline ou oxaliplatine) et par lignée de souris, soit un total de 90 à 120 

souris. 

Procédures de gestion de la douleur et moyens mis en œuvre pour gérer la souffrance : (joindre les 

procédures validées à cette demande) : 

- Nous ne pouvons pas gérer la souffrance, car elle fait l’objet de l’étude. Toutefois, nous 

minimisons la durée de temps dont l’animal fera face à la douleur et continuons notre étude 

par des expérimentations in vitro. 

- L’intensité de la douleur est mesurée par le test de Von Frey et de Cold/Hot plate. 

- Si les animaux présentent des signes cliniques manifestes de souffrance (tels que la perte de 

poids, une érection pileuse ou un engourdissement/paralysie des membres postérieurs), la dose 

52

d’oxaliplatine injectée sera réduite jusqu’à obtenir un modèle animal de souffrance induite 

acceptable. 

Le signataire (nom, date et signature) 

Nom du responsable du protocole : Lise Rodat-Despoix 

Date : 06/10/2011 

Liste des documents joints à cette demande : Articles de référence 

Le cas échéant, réponse et avis motivé du comité régional d’éthique en expérimentation 

animale : 

Récépissé de déclaration du directeur départemental des services vétérinaires adressé le : 

53

PROTOCOLE 2 

DECLARATION DE PROTOCOLES DOULOUREUX OU SUSCEPTIBLES 

D’ENGENDRER LA DOULEUR SUR ANIMAUX VIVANTS 

Article R214-91 Code rural 

Nom et Prénom : Françoise PADILLA 

Grade : 

Fonction : Ingénieur d’études 

IDENTIFICATION DU DEMANDEUR : 

Autorisation d’expérimenter sur animaux vivants : En cours 

IDENTIFICATION DE L’ETABLISSEMENT D’EXPERIMENTATION ANIMALE 

Agrément des locaux d'expérimentation : N° C 13-055-8 Date de notification : 30/01/07 

INFORMATION CONCERNANT LE PROTOCOLE EXPERIMENTAL 

Intitulé : Etude du rôle du canal sodique NaV1.9 dans les douleurs aiguës et chroniques 

Date prévue pour le début de la mise en œuvre du protocole : 01/10/2011 

Date prévue pour la fin de l'expérimentation : 01/10/2012 

Objectifs et retombées attendues : 

L’objectif de cette étude est de comprendre les mécanismes d'action du canal 

sodique NaV1.9 est dans la sensation douloureuse à l’aide de modèle de 

douleur aiguë (test à la formaline et modèle de la carragénine) et de douleur 

chronique (monoarthrite rhumatoïde). Dans cette étude nous comparons les 

seuils d’allodynie mécanique avec le test de Von Frey sur des souris sauvages 

versus des souris knock-out pour le canal NaV1.9. 

Techniques expérimentales utilisées : 

- Test de Von Frey : Test qui permet de mesurer le seuil de tolérance à la douleur. L’animal 

est placé dans une cage en plexiglass posée sur une surface grillagée 

surélevée. On applique sur la surface plantaire de la patte arrière 

injectée des filaments ayant une force de pression croissante, jusqu’à 

la pression qui entraine le réflexe de retrait de la patte. Cette pression 

représente le seuil de tolérance de l’animal. Le filament ayant 

provoqué le retrait de la patte est testé 3 fois à 3-5 secondes 

d’intervalle pour confirmer le test. Durant toute la durée du test, 

l’animal est sous surveillance et à aucun moment son comportement 

n’est modifié (toilettage, activité locomotrice, activité d’exploration). 

54

- Modèle carragénine : 

Injection de 20µl de 3% de carragénine dans du sérum physiologique 

stérile. La carragénine est polysaccharide issu d’algues rouges, utilisé 

comme épaississant dans l’industrie agro-alimentaire. En injection 

intra-plantaire à une concentration de 3%, la carragénine provoque 

une douleur aiguë (sans léchage spontané de la patte injectée) avec 

un pic douloureux 8-10h après l’injection et qui se résorbe au bout de 

48-72h. Le seuil douloureux est mesuré à 8, 16 ou 24h à l’aide de 

filaments de Von Frey. Les animaux sont ensuite sacrifiés. Les 

ganglions rachidiens L3, L4 et L5 ipsilatéraux sont prélevés dans de 

but de mettre en culture les neurones sensitifs qui innervent la patte 

injectée (pour mesurer de l’activité du canal par des enregistrements 

électrophysiologiques) ou de faire des coupes de tissus (marquage 

immunologique). A aucun moment le comportement de l’animal est 

affecté (toilettage, activité locomotrice, activité d’exploration). 

- Modèle de monoarthrite rhumatoïde : 

Injection péri-articulaire sous anesthésie de 30µl (2x15µl) d’adjuvant 

complet de freud à la cheville de la patte arrière. L’adjuvant de freud 

provoque une réaction inflammatoire qui va entrainer une douleur 

chronique, puisque la douleur va persister dans le temps. Le pic 

douloureux se situe 3 jours après l’injection. Le seuil douloureux est 

mesuré à 10 jours par le test de Von Frey. Les animaux sont ensuite 

sacrifiés. Les ganglions rachidiens L3, L4 et L5 ipsilatéraux sont 

prélevés dans de but de mettre en culture les neurones sensitifs qui 

innervent la patte (pour mesurer de l’activité du canal par des 

enregistrements électrophysiologiques) ou de faire des coupes de 

tissus (marquage immunologique). A aucun moment le comportement 

de l’animal est affecté (toilettage, activité locomotrice, activité 

d’exploration). 

Existe-t-il des méthodes alternatives pour réaliser ce travail : Si OUI justifiez leur non 

utilisation : 

NON 

Espèces animales qui seront utilisées : 

souris (C57BL6, NaV1.9 KO) 

Justifiez le choix de l'espèce animale et le nombre d'animaux utilisés : 

Nous utilisons la souris, car nous possédons une souris knock-out pour le canal NaV1.9. 

Pour les modèles carragénine et monoarthrite rhumatoïde : pour les cultures de neurones, 3 

ganglions sont prélevés par animal et 15 ganglions sont nécessaires pour la mise en culture, 

donc 5 animaux par culture. Un N=6-10 est nécessaire dans chaque condition (sauvage et 

transgénique, carragénine et monoarthrite rhumatoïde). Pour l’immunohistochimie nous auront 

besoin d’environ 10 souris par condition. Par conséquent, nous aurons besoin d’environ 70- 

110 souris sauvages et 70-110 souris transgéniques. 

55

Procédures de gestion de la douleur et moyens mis en œuvre pour gérer la souffrance : (joindre les 

procédures validées à cette demande) : 

- Nous ne pouvons pas gérer la souffrance, car elle fait l’objet de l’étude. Toutefois, nous 

minimisons la durée de temps dont l’animal fera face à la douleur et continuons notre étude 

par des expérimentations in vitro. 

- L’intensité de la douleur est mesurée par le test de Von Frey 

- L’animal est euthanasié en cours de protocole s’il y a présence de blessures autres que les sites 

d’injection et s’il y a présence d’infection aux sites injectés 

Le signataire (nom, date et signature) 

Nom du responsable du protocole : françoise PADILLA et Patrick Delmas 

Date : 10/10/2011 

Liste des documents joints à cette demande : Articles de référence 

Le cas échéant, réponse et avis motivé du comité régional d’éthique en expérimentation 

animale : 

Récépissé de déclaration du directeur départemental des services vétérinaires adressé le : 

56




Intitulé : Interactions neurone-glie 

Responsable : Catherine FAIVRE-SARRAILH 

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Intitulé : Interactions neurone-glie 

Responsable : Catherine FAIVRE-SARRAILH 


Le nœud de Ranvier est la région active des axones myélinisés où sont régénérés les potentiels 

d’action qui se propagent le long de l’axone. L’architecture des nœuds de Ranvier dépend de 

la formation de contacts entre l’axone et la cellule gliale myélinisante. L’équipe analyse le 

mode d’adressage à la membrane plasmique des canaux ioniques potassium et des molécules 

d’adhérence au nœud de Ranvier et les mécanismes de ségrégation des domaines axonaux 

Des pathologies démyélinisantes comme la sclérose en plaques entraînent au niveau de 

plaques focales une désorganisation de la région nodale et de l’expression des canaux 

ioniques ce qui entraîne des pertes de la conduction nerveuse. L’analyse de l’interaction entre 

les molécules d’adhérence et les canaux ioniques et la caractérisation moléculaire des 

jonctions axo-gliales sont cruciales pour une meilleure compréhension de ces pathologies. De 

plus, nous souhaitons identifier et caractériser de nouveaux épitopes antigéniques associés aux 

pathologies démyélinisantes inflammatoires. 


Rats, souris 

La recherche de l’équipe vise à comprendre les mécanismes impliqués dans les pathologies 

démyélinisantes humaines telles que la sclérose en plaques, la maladie de Charcot-Marie- 

Tooth, ou le syndrome de Guillain-Barré. La plupart des expériences sont réalisées sur des 

prélèvements de tissus nerveux et sur des cultures de cellules neuronales. A cette fin, 

l’utilisation de différents modèles génétiques murins et des modèles expérimentaux chez le rat 

est indispensable. 

� Souris: A ce jour, tous les modèles génétiques mimant la maladie de Charcot-Marie- 

Tooth ont été générés chez les souris. 

58

� Rat: La plupart des modèles de culture de neurones ont été réalisés chez le rat. De 

plus, les modèles expérimentaux mimant le syndrome de Guillain-Barré ne peuvent 

être induits que chez le rat Lewis 


� Prélèvement de substances sur animaux anesthésiés : 

� Anesthésie des rats avec du pentobarbital sodique 6% à la dose de 150mg/kg par 

voie ip. 

� Anesthésie de la souris par un mélange Imalgéne 100mg/kg et Rompun, 10mg/kg 

� Prélèvement d’embryons de rat et de souris pour la culture cellulaire : culture de 

ganglions dorso-rachidiens, de neurones de cortex, d’hippocampe, de cervelet. 

� Prélèvement de tissus sur animaux euthanasiés : euthanasie des rats par décapitation. 

� Euthanasie des souris par dislocation cervicale. 

� Euthanasie des rats par inhalation de CO2 en saturant la boîte d’euthanasie de façon 

progressive suivie de prélèvements de tissus. 


Catherine FAIVRE-SARRAILH, N° d’autorisation : 13-79 

Jérôme DEVAUX, N° d’autorisation : 13-297 

Wenjing LIU, (inscrite en formation de Niveau1) 

Bruno HIVERT, (demande de transfert de dossier en cours) 

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vigiles 



anesthésiés 






Prélèvement de substances 

sur animaux vigiles 


sur animaux anesthésiés 





Interventions chirurgicales 



apprentissage 


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Anesthésie des rats avec du pentobarbital sodique (intrapéritonéal 70 mg/kg). 

Prélèvement d’embryons de rat et de souris pour la culture cellulaire : culture de 

ganglions dorso-rachidiens, de neurones de cortex, d’hippocampe, de cervelet. 

Euthanasie après prélèvement des embryons par décapitation. 

Euthanasie des souris par dislocation cervicale. 

Euthanasie des rats par inhalation de CO2 à concentration progressive. 

Prélèvement des nerfs sciatiques pour la biochimie ou l’immunocytochimie. Prélèvement 

de cerveaux. 

- Interventions chirurgicales :NON 

- Autres protocoles :NON 







-Reptiles : 


-Poissons : 


61




Intitulé : Gliotransmission et synaptopathies 

Responsable : Jean-Pierre MOTHET 

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Intitulé : Gliotransmission et synaptopathies 

Responsable : Jean-Pierre MOTHET 


Les travaux de recherche entrepris au sein de l’équipe ‘gliotransmission et synaptopathie’ de 

l’unité CNRS UMR 6231 de Marseille visent à étudier la dynamique des relations glie- 

neurones et à en évaluer le rôle fonctionnel dans le système nerveux sain et pathologique. Ce 

dialogue entre neurones et glie met en jeu la synthèse et la libération par les astrocytes de 

substances neuroinformatives appelées gliotransmetteurs. Le projet scientifique de l‘équipe 

vise à préciser les modalités moléculaires et cellulaires de la gliotransmission et de la 

contribution notamment de la D-sérine dans la signalisation neuronale. Ce projet intègre le 

développement et l’utilisation de nouveaux modèles animaux ainsi que de nouvelles 

technologies dans une approche verticale de cette problématique, en relation avec certaines 

affections neurologiques et psychiatriques. 


Nos études restent limitées à l’utilisation du modèle rongeur. Nous utilisons les espèces 

suivantes : souris, rats et cobayes dans différentes explorations fonctionnelles et de biochimie. 

Ces modèles sont très largement utilisés en neurobiologie et répondent à différents besoins 

lors de nos expériences. Les rats sont des modèles plus robustes que la souris pour les études 

comportementales et physiologiques et étant de plus grande taille offre un avantage certain 

pour les études en biochimie et biologie cellulaire. Les rats sont donc préférentiellement 

utilisés à la souris dans les expériences de biochimie et d’électrophysiologie lorsqu’on nous 

ne sommes pas dépendants d’une approche génétique bien que nous envisageons désormais 

d’utiliser des rats transgéniques qui seront prochainement introduits dans l’animalerie. Pour 

l’essentiel, l’utilisation de la souris est justifié par le fait que la plupart des modèles animaux 

transgéniques dans notre champ d’expertise ‘interaction glie-neurone’ sont des modèles 

murins d’invalidation de gènes (knock-out : invalidation conditionnelle ou constitutive de 

gènes) ou de knock-in. Certains de ces modèles murins sont déjà introduits dans l’animalerie. 

Enfin, le cobaye est un excellent modèle pour les études pharmacologique sur le système 

auditif et le système nerveux entérique, deux autres axes de recherche de notre équipe. 

63


� Sur rongeurs jeunes et adultes (1-4 mois) 

� Anesthésie à l’aide du mélange Imalgéne 100mg/kg et Rompun, 10mg/kg suivie de 

perfusion intracardiaque d'un fixateur puis prélèvement de différents organes en vue 

d'examens anatomiques et histologiques. 

� Euthanasie au dioxyde de carbone ou en surdose d’anesthésique et prélèvement et 

dissection de différents organes en vue de dosage biochimiques. 

� Anesthésie à l’aide du mélange Imalgéne 100mg/kg et Rompun, 10mg/kg suivie du 

prélèvement du cerveau et coupe au vibratome pour des enregistrements 

électrophysiologiques. 

� Sur rongeurs nouveaux-nés (PN :0-2) 

� Euthanasie par décapitation des nouveaux-nés et prélèvements du cerveau en vue de la 

mise en culture primaires des cellules gliales et neuronales. 


Jean-Pierre MOTHET, Transfert d’autorisation de la DDPP33 à DDPP13 

Mourad MEKAOUCHE, N° d’autorisation : 13-122 

Laurence HAD-AISSOUNI, 

Jérôme RUEL 

Glenn DALLERAC 

Marwa HANINI 

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vigiles 



anesthésiés 








vigiles 




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Interventions 


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apprentissage 


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Anesthésie à l’aide du mélange Imalgéne 100mg/kg et Rompun, 10mg/kg suivie de 

perfusion intracardiaque d'un fixateur puis prélèvement de différents organes en vue 

d'examens anatomiques et histologiques. 









-Reptiles : 


-Poissons : 


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Intitulé : Intégration des informations viscérales 

Responsable : Dr. Fabien TELL 

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Intitulé : Intégration des informations viscérales 

Responsable : Dr. Fabien TELL 


Les travaux de l'équipe sont centrés sur le traitement de l'information viscérale. Au niveau 

cellulaire, l'équipe s'intéresse au fonctionnement des synapses entre le nerf vague et un relais 

sensoriel central, le noyan du faisceau solitaire. A un niveau plus intégré, l’équipe étudie la 

fonction ventilatoire et cardio-vasculaire. 

Pour les études cellulaires, les modèles d'études sont des préparations de tranches de tissu 

nerveux maintenues en survie in vitro et pour les études intégrées, l'équipe utilise des modelés 

animaux (rongeurs) anesthésiés ou vigiles. Les techniques sont principalement 

l’électrophysiologie, la neuroanatomie et la biochimie. 


Les espèces animales sont le rat Wistar ou Sprague-Dawley et les souris de laboratoires 

incluant des modèles transgéniques. 

L’étude des systèmes intégrés nécessite absolument des modèles animaux les plus utilisés que 

sont les rongeurs. Les expériences in vitro sur les tranches de tissus nerveux sont réalisées 

aussi des prélèvements de tissus nerveux et sur des cultures de cellules neuronales. A cette fin, 

l’utilisation de différents modèles génétiques murins et des modèles expérimentaux chez le rat 

est indispensable. 


� Études cellulaires : 

Les animaux sont anesthésies à l'isoflurane, décapités et le cerveau est prélevé. Des tranches 

de cerveau sont ensuite réalisées et maintenues en survie dans un liquide artificiel oxygéné. 

� Etudes biochimiques et neuroanatomiques : 

68

Biochimie : Les animaux sont anesthésiés à l'isoflurane, décapités et le cerveau est prélevé. 

Des tranches de cerveau sont ensuite réalisées et homogénéisées pour des dosages 

biochimiques. 

Neuroanatomie : Les animaux sont anesthésiés par un mélange ketamine (100mg/kg) et 

xylazine (10mg/kg), puis perfusés avec un fixateur formolé. Le cerveau est ensuite prélevé et 

des coupes sont réalisées avant d'effectuer des marquages immunohistochimique. 

� Etudes in vivo : 

Animaux anesthésiés : Les animaux sont anesthésies en continu par un mélange ketamine 

(100mg/kg) et xylazine (10mg/kg) ou par inhalation d'isoflurane. L'approche chirurgicale 

consiste à mettre en place des voies veineuse et artérielle, des poses d’électrodes sur des nerfs 

ou des muscles. Enfin une cardiotomie est réalisée suivie selon le cas d'une décérébration. Des 

électrodes d'enregistrement sont ensuite insérées dans les régions d'intérêt. A la fin de 

l’expérience l’animal est euthanasié par une surdose d'anesthésique. 

Animaux vigiles : Les animaux sont mis dans une cage en plexiglass dont l'air est en 

permanence renouvelé et sont soumis à différents mélanges gazeux de manière à faire varier 

le taux d'oxygène. La ventilation est mesurée par pléthysmographie. 

Dans certains cas, les animaux sont conditionnés par inhalation à court terme (12-24h) d'air 

contenant de l'ozone (0.5-2 ppm). A la fin d'une série expérimentale les animaux sont 

euthanasiés par un surdose d'anesthésique. 


Olivier BOSLER, N° d’autorisation : 13-53 (renouvellement en cours) 

Nadine CLERC, N° d’autorisation : 13-263 (renouvellement en cours) 

Jean-Pierre KESSLER, N° d’autorisation : 13-168 

Virginie PENALBA, (demande d’autorisation en cours) 

Caroline STRUBE, N° d’autorisation : 13-211 

Fabien TELL, N° d’autorisation : 13-261 (renouvellement en cours) 

Florian GACKIERE, N° d’autorisation : 13-460 

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anesthésiés 








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au verso) 




Interventions 


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Prélèvement occasionnel de sang par le sinus rétro-orbital ou par la veine de la queue. 



Les animaux sont anesthésiés en continu par un mélange ketamine (100mg/kg) et 

xylazine (10mg/kg) ou par inhalation d'isoflurane. L'approche chirurgicale consiste à 

mettre en place des voies veineuse et artérielle, des poses d’électrodes sur des nerfs ou 

des muscles. Enfin une cardiotomie est réalisée suivie selon le cas d'une décérébration. 

Des électrodes d'enregistrement sont ensuite insérées dans les régions d'intérêt. A la fin 

de l’expérience l’animal est euthanasié par une surdose d'anesthésique. 







-Reptiles : 


-Poissons : 


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Neurobiologie des Interactions Cellulaires et 

Neuropathologie (NICN) UMR 6184 


Intitulé : Barrière hématoencéphalique et Neuroinflammation / 

Vect-Horus 

Responsable : Dr. Michel KHRESTCHATISKY 

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Intitulé : Barrière hématoencéphalique et Neuroinflammation / Vect-Horus 

Responsable : Dr. Michel KHRESTCHATISKY 


L’équipe Barrière hématoencéphalique (BHE) et Neuroinflammation développe des projets de 

recherche fondamentale sur les propriétés de la barrière hématoencéphalique, notamment en 

situation pathologique et inflammatoire et sur les interactions entre cellules endothéliales de 

cette barrière avec les cellules neurales du système nerveux central (cerveau et moelle 

épinière). L’équipe développe également des projets de recherche plus appliquée dans le cadre 

d’un partenariat étroit avec la structure de biotechnologie Vect-Horus issue du laboratoire 

dont les objectifs sont le développement de molécules vecteurs qui permettent l’adressage 

d’agents thérapeutiques à travers la BHE. L’équipe BHE et Neuroinflammation coordonne 2 

projets ANR (TWEAKing the BBB et PREVENTAD), et est partenaire de 3 projets ANR 

(TIMPAD, ADHOC et VECtoBrain, ce dernier projet étant coordonné par Vect-Horus). Les 

projets de l’équipe BHE & Neuroinflammation et ceux de Vect-Horus sont donc très 

collaboratifs et intriqués. 


� Rats Wistar de 5 semaines pour la mise en place hebdomadaire de modèles de BHE in 

vitro. 

� Souris Swiss de 30-35g pour évaluer les effets de molécules vectorisées sur le plan 

comportemental, notamment avec des tests nociception (hot plate, tail flick). 

� Souris transgéniques 5XFAD, KO MMP-12, et croisements prévus de ces lignées, en 

collaboration avec les autres équipes de l’UMR, pour une étude des propriétés des 

cellules endothéliales et de la BHE des souris génétiquement programmées pour 

exprimer des gènes impliqués dans la maladie d’Alzheimer et dans l’inflammation de 

la BHE. 


� Administration de substances sur animaux vigiles 

73

Administration de substances sur animaux anesthésiés : les souris sont anesthésiées 

avec l’ISOFLURANE 3 à 4 % en induction et 2 % en entretien au masque. 

Administration intraveineuse dans la queue de produit repris dans du NaCl 0,9% ; 

volume environ 3 mL/kg 

� Prélèvement de sang sur animaux vigiles : les prélèvements de sang se font au niveau 

de la veine saphène après contention de l’animal. 

� Prélèvement de substances sur animaux anesthésiés : Anesthésie des animaux à 

l’Isoflurane puis prélèvement sanguins au niveau du sinus retro-orbital et prélèvement 

d’urine. 

� Prélèvement d’organes sur animaux après euthanasie, notamment cerveau sur les rats 

et souris. 

Euthanasie : endormissement au CO2 suivi d’une dislocation cervicale 


Michel KHRESTCHATISKY N° d’autorisation : 13-316 

Max DE REGGI N° d’autorisation : 13-306 

Sophie DESPLAT JEGO N° d’autorisation : 13-294 

Anne BERNARD N° d’autorisation : 13-312 

Yves MOLINO (demande d’autorisation en cours) 

Maxime Masse (inscrit en formation de niveau 1) 

Françoise JABES (demande d’autorisation en cours) 

Guillaume Jacquot (inscrit en formation de niveau 1) 

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anesthésiés 

















apprentissage 


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Anesthésie des animaux à l’Isoflurane 

Prélèvement sanguins : au niveau du sinus retro-orbital, 

Prélèvement d’urine, 



Prélèvement d’organes sur animaux post euthanasie, notamment cerveau sur rats et 

souris, y compris souris transgéniques 

Euthanasie : endormissement au CO2 suivi d’une dislocation cervicale 

Administration intraveineuse dans la queue de produit repris dans du NaCl 0,9% ; 

volume environ 3 mL/kg 







-Reptiles : 


-Poissons : 


76




Intitulé : Dégénérescence et Plasticité Neurale 

Responsable : Dr. Santiago RIVERA 

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Intitulé : Dégénérescence et Plasticité Neurale 

Responsable : Dr. Santiago RIVERA 


L’équipe s’intéresse à l’étude des mécanismes de dégénérescence et de plasticité dans le 

système nerveux central dans des conditions pathologiques, notamment dans des modèles 

transgéniques de la maladie d’Alzheimer. Les recherches portent sur le rôle des 

métalloprotéases matricielles (MMPs) et leurs inhibiteurs endogènes (TIMPs), ainsi que du 

système endocannabinoïde dans ces mécanismes. Les chercheurs utilisent entre autres des 

approches de gain et de perte de fonction avec notamment l’utilisation d’animaux 

transgéniques. Un deuxième axe de recherche est focalisé sur le rôle du cytosquelette dans les 

phénomènes de plasticité et de réparation post-lésionnelle dans le système nerveux. 


L’équipe utilise des rats et des souris. La souris est l’espèce de choix actuellement dans le 

monde lors qu’il s’agit d’étudier la maladie d’Alzheimer par des méthodes de la transgénèse. 

Pour cela l’équipe utilise la souche de souris 5xFAD, acquise auprès de Jackson Laboratoires, 

qui développe la maladie d’Alzheimer. L’équipe a également généré une souche dite ABK qui 

résulte du croisement de la souche 5xFAD et d’une souche KO pour le gène de la protéase 

MT5-MMP. Il est envisagé de croiser également à partir de 2012 la souche 5xFAD avec des 

souches KO pour deux protéases importantes dans les phénomènes d’inflammation et de 

neurodégénérescence (MMP-12 et MT1-MMP KO) tel qu’il est prévu dans les projets ANR 

qui ont été financés récemment dans le laboratoire. Enfin, l’utilisation des souris et des rats et 

également justifiée par le fait que les conditions d’expérimentation sur ces espèces ont été 

optimisées depuis des années au niveau de l’équipe et de l’animalerie. 


� Prélèvement de tissus sur animaux anesthésiés : 

� Protocoles appliqués à des rongeurs adultes. 

*Protocole 1 pour la biologie moléculaire : 

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Les animaux sont euthanasiés par dislocation cervicale après une surdose de pentobarbital 

6%. Le cerveau, le cervelet et les bulbes olfactifs sont prélevés. Tous les tissus sont ensuite 

congelés. 

*Protocole 2 pour l’immunohistochimie : les animaux sont anesthésiés par injection intra 

péritonéale de pentobarbital sodique à la dose de 70 mg/kg. Après thoracotomie et 

dégagement du cœur, une solution de PFA 4% ou PBS est infusée pour fixer les tissus. Le 

cerveau est ensuite prélevé. 

*Protocole 3 pour la mise en culture de cellules neurales de rats ou de souris (normales ou 

KO) 

� Protocoles appliqués à des rongeurs périnataux 

Cultures de cellules nerveuses de rats ou de souris (normales ou KO) 

*A partir de fœtus (pour culture de neurones de cortex ou d’hippocampe). Les mères 

gestantes sont profondément anesthésiées par inhalation d’halothane (Lab. Bellamon). Après 

incision de l’abdomen (suivi de décapitation), le placenta est prélevé et transféré dans un 

tampon glacé. Les embryons (au stade embryonnaires E17-18) sont alors prélevés et décapités 

avant prélèvements du cerveau. 

*A partir de nouveaux-nés.(pour cultures d’astrocytes corticaux, ou de neurones de cervelet) 

Les prélèvements des cerveaux se font à 3 - 7 jours après la naissance sur les animaux 

anesthésiées et décapités comme ci-dessus. 

� Interventions chirurgicales : 

� Protocole pour Infusion sous-cutanée par minipompe osmotique 

Rats et souris adultes sont anesthésiés par injection intra-péritonéale d’un mélange de 

kétamine (100 mg/kg) et de xylazine (10 mg/kg). Avant d’effectuer une incision de la peau au 

niveau dorsal de l’animal (légèrement caudal du niveau des épaules), la peau est rasée et les 

poils sont éliminés avec une gaze humide. La peau est aseptisée avec de la Bétadine. Le 

matériel d’infusion chronique (Minipompe osmotique Alzet , USA) est inséré par l’incision et 

la peau de l’animal est suturée avec du fil stérile et résorbable en vicryl 3-0. L’animal est 

ensuite placé seul dans une cage et est surveillé jusqu’à ce qu’il retrouve sa vigilance. 

L’animal retourne ensuite en zone de stabulation (un animal par cage) pour une durée variant 

entre 1 et 42 jours avant d’être sacrifié par injection d’une dose létale de pentobarbital sodique 

(120 mg/kg) en intra-péritonéal. 

79

� Protocole pour Infusion intra-cérébro-ventriculaire (4ème ventricule) par 

minipompe osmotique 


kétamine (100 mg/kg) et de xylazine (10 mg/kg) dans la pièce de stabulation. L’animal est 

placé sur un appareil de stéréotaxie, maintenue par des barres d’oreilles et par une pièce de 

geueule. La partie supérieure du crâne est rasée et les poils sont éliminés avec une gaze 

humide. La peau est aseptisée avec de la Bétadine. Après une infiltration de xylocaïne en sous 

cutané, une incision longitudinale est effectuée et la peau est écartée. L’os est séché et un trou 

est percé sur le crâne pour permettre l’implantation d’une canule d’infusion selon des 

coordonnées stéréotaxiques précises, celle-ci est maintenue par l’utilisation de ciment dentaire 

(GC Fuji I, Japan). Le matériel d’infusion chronique (Minipompe osmotique Alzet , USA) est 

connecté à la canule d’infusion et ensuite insérée sous la peau de l’animal pour être 

positionnée au niveau dorsal, légèrement caudal du niveau des épaules. La température de 

l’animal est vérifiée au cours de l’opération afin d’éviter une hypothermie. La peau de 

l’animal est suturée avec du fil stérile et résorbable en vicryl 3-0. L’animal est ensuite placé 

seul dans une cage et est surveillé jusqu’à ce qu’il retrouve sa vigilance et notamment puisse 

se tenir debout. L’animal retourne ensuite en zone de stabulation (un animal par cage) pour 

une durée variant entre 1 et 42 jours avant d’être sacrifié par injection d’une dose létale de 

pentobarbital sodique (120 mg/kg) en intra-péritonéal. 

L’analgésie est assurée par une injection sous cutanée de BUPRECARE à la dose de 0.02 à 

0.5 mg/kg pour le rat et 0.5 à 2.5 mg/kg pour la souris. Les injections se font toutes les 6 à 12 

heures. 


Kévin BARANGER (demande d’autorisation en cours) 

Anne BERNARD N° d’autorisation : 13-312 

Eliane CHARRAT titulaire d’un niveau 2 

Lotfi FERHAT, (demande d’autorisation en cours) 

Yannick MARCHALANT, N° d’autorisation : 13-501 

PY Nathalie, (inscrite en formation de niveau 1) 

RIVERA Santiago, N° d’autorisation : 13-308 

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vigiles 



anesthésiés 

















apprentissage 


préciser) 








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Protocoles appliqués à des rongeurs adultes. 


On euthanasie les animaux par dislocation cervicale après une overdose de pentobarbital. On sectionne la 

tête aux ciseaux. On prélève le cerveau, le cervelet et les bulbes olfactifs. Tous les tissus sont ensuite 

congelés. 

*Protocole 2 pour l’immunohistochimie : 

On anesthésie le rongeur par injection intrapéritonéale de pentobarbital sodique (70 mg/kg). 

On ouvre la cage thoracique puis on dégage le cœur. On insère une aiguille reliée au tuyau d’une pompe 

péristaltique dans le ventricule gauche. On coupe l’oreillette droite, le sang est alors remplacé par la 

solution perfusée (PFA 4% ou PBS). Ensuite on prélève le cerveau. 

*Protocole 3 pour la mise en culture de cellules neurales de rats ou de souris (normales ou KO) 

Protocoles appliqués à des rongeurs périnataux. 

Cultures de cellules nerveuses de rats ou de souris (normales ou KO) 

A partir de fœtus (pour culture de neurones de cortex ou d’hippocampe). Les mères gestantes sont 

profondément anesthésiées par inhalation d’halothane (Lab. Bellamon). Après incision de l’abdomen 

(suivi de décapitation), le placenta est prélevé et transféré dans un tampon glacé. Les embryons (au stade 

embryonnaires E17-18) sont alors prélevés et décapités avant prélèvements du cerveau. 

A partir de nouveaux-nés.(pour cultures d’astrocytes corticaux, ou de neurones de cervelet) 

Les prélèvements des cerveaux se font ici 3 - 7 jours après la naissance sur les animaux anesthésiés et 

décapités comme ci-dessus. 


Protocole pour Infusion sous-cutanée par minipompe osmotique 

Rats et souris adultes sont anesthésiés par injection intra-péritonéale d’un mélange de kétamine (100 

mg/kg) et de xylazine (10 mg/kg). Avant d’effectuer une incision de la peau au niveau dorsal de l’animal 

(légèrement caudal du niveau des épaules), la peau est rasée et les poils sont éliminés avec une gaze 

humide. La peau est aseptisée à la Bétadine. Le matériel d’infusion chronique (Minipompe osmotique 

Alzet , USA) est inséré par l’incision et la peau de l’animal est suturé avec du fil stérile et résorbable en 

vicryl 3-0. L’animal est ensuite placé seul dans une cage et est contrôlé attentivement jusqu’à ce qu’il 

retrouve sa vigilance et notamment puisse se tenir debout. L’animal retourne ensuite en zone de 

stabulation (un animal par cage) pour une durée variant entre 1 et 42 jours avant d’être sacrifié par 

injection d’une dose létale de pentobarbital sodique (30 mg/kg) en intra-péritonéal. 

L’analgésie est assurée par une injection sous cutanée de BUPRECARE à la dose de 0.02 à 0.5 mg/kg pour 

le rat et 0.5 à 2.5 mg/kg pour la souris. Les injections se font toutes les 6 à 12 heures. 

Protocole pour Infusion intra-cérébro-ventriculaire (4ème ventricule) par minipompe osmotique 


mg/kg) et de xylazine (10 mg/kg). L’animal est placé sur un appareil de stéréotaxie, maintenu par des 

barres d’oreilles et par une pièce de gueule. La partie supérieure du crâne est rasée et les poils sont 

éliminés avec une gaze humide. La peau est aseptisée à la Bétadine. Une incision longitudinale est effectuée 

avec un scalpel et la peau est écartée. L’os est séché et un trou est percé sur le crâne pour permettre le 

passage de la canule d’infusion. Une fois en place, celle-ci est maintenue par l’utilisation de ciment 

dentaire (GC Fuji I, Japan). Le matériel d’infusion chronique (Minipompe osmotique Alzet , USA) est 

connecté à al canule d’infusion et ensuite inséré sous la peau de l’animal pour être positionné au niveau 

dorsal, légèrement caudal du niveau des épaules. La température de l’animal est vérifiée au cours de 

82

l’opération afin d’éviter une hypothermie. La peau de l’animal est suturée avec du fil stérile et résorbable 

vicryl 3-0. L’animal est ensuite placé seul dans une cage et est contrôlé attentivement jusqu’à ce qu’il 

retrouve sa vigilance et notamment puisse se tenir debout. L’animal retourne ensuite en zone de 

stabulation (un animal par cage) pour une durée variant entre 1 et 42 jours avant d’être sacrifié par 











-Reptiles : 


-Poissons : 


83




Intitulé : Plasticité olfactive et réparation du système nerveux 

Responsable : Pr. François FERON 

84

Intitulé : Plasticité olfactive et réparation du système nerveux 

Responsable : Pr. François FERON 


La muqueuse olfactive nasale est un tissu nerveux remarquable : accessible chez tous les 

individus et siège d’une neurogenèse permanente, il abrite des cellules souches adultes et des 

cellules engainantes qui participent à l’axogenèse. L’équipe étudie le potentiel thérapeutique 

de ces deux types cellulaires, après transplantation dans des modèles animaux de traumatisme 

médullaire, de sclérose en plaques et de la maladie d’Alzheimer. Afin d’accroître la 

récupération fonctionnelle des animaux lésés ou malades, nous administrons en complément 

de la vitamine D, une molécule qui accroît l’axogenèse et la myélinisation. 


Rats et souris. 

� L’équipe utilise des rats (Wistar ou Sprague Dawley) pour les expériences de 

régénération après trauma médullaire car les souris représentent un mauvais modèle 

animal pour ce genre d’études. 

� En parallèle, nous utilisons des souris – transgéniques ou non – pour nos travaux sur la 

maladie d’Alzheimer et la sclérose en plaques. Nous élevons actuellement des souris 

transgéniques (5xFAD) pour le suivi des symptômes de la maladie d’Alzheimer et des 

souris C57Bl6 pour l’induction de l’Encéphalomyélite Auto-immune Expérimentale 

(EAE). 


� Prélèvement de substances sur animaux anesthésiés : 

Protocole appliqué à des foetus 

Culture de neurones de cortex ou d’hippocampe. Les mères gestantes sont profondément 

anesthésiées par inhalation d’halothane volatile. Après incision de l’abdomen (suivi de 

décapitation), le placenta est prélevé et transféré dans un tampon glacé. Les embryons (au 

stade embryonnaires E17-18) sont alors prélevés, décapités et les cerveaux prélevés. 

Protocoles appliqués à des souriceaux de 3 à 6 jours. 

85

*Protocole 1 pour les cellules souches de la zone sous ventriculaire : 

On décapite les souriceaux avec des ciseaux. 

On prélève le cerveau uniquement pour en faire des coupes coronales au vibratome, puis on 

micro-dissèque la SVZ sur ces coupes. 

*Protocole 2 pour les cultures d’astrocytes corticaux, de neurones de cervelet ou de cultures 

organoytpiques d’hippocampe : 

Les prélèvements des cerveaux se font ici 3-10 jours après la naissance sur les animaux 

anesthésiées et décapités comme ci-dessus. 



On euthanasie les animaux par dislocation cervicale. 

On coupe la tête aux ciseaux. 

On prélève le cerveau, le cervelet et les bulbes olfactifs. 

On ouvre l’abdomen et on prélève le foie, la rate, les reins, le thymus. 

Puis on dégage la colonne vertébrale et on récupère la moelle épinière. 

Tous les tissus sont ensuite fixés et congelés. 

*Protocole 2 pour l’immunohistochimie : 

On anesthésie la souris par injection intrapéritonéale de pentobarbital sodique à la dose de 70 

mg/kg. 

On ouvre la cage thoracique puis on dégage le cœur. 

On insère une aiguille reliée au tuyau d’une pompe péristaltique dans le ventricule gauche. 

On coupe l’oreillette droite, le sang est alors remplacé par la solution perfusée (PFA 4% ou 

PBS). Ensuite on prélève le foie, la rate, les reins, le thymus, la moelle épinière et le cerveau. 

Les organes sont congelés directement. 

*Protocole 3 pour la culture de cellules du système immunitaire : 


On ouvre l’abdomen et on prélève la rate que l’on dilacère pour récupérer les cellules 

sanguines. 

*Protocole 4 pour la culture de cellules du système olfactif : 

Rats et souris sont euthanasiés par une overdose de pentobarbital sodique et la tête est isolée 

du reste du corps. La muqueuse olfactive est exposée après élimination de la peau, des 

muscles de la face, des incisives et de la mâchoire inférieure. 

86

� Interventions chirurgicales : 

Modèle rongeur de lésion du nerf péronier avec greffe de tuteur de repousse nerveuse 

L'anesthésie générale des animaux (rats mâles Lewis ou Sprague Dawley) est obtenue par 

injection intrapéritonéale de pentobarbital sodique (Nembutal®, 70 mg/kg). Une injection i.p. 

d'atropine (0.05mg/kg) permet de réduire les sécrétions dans les voies aériennes 

potentiellement obstructives. L'animal étant placé en décubitus dorsal, des incisions cutanées 

et musculaires au niveau de la patte postérieure gauche permettent d'accéder au nerf sciatique. 

La branche péronière (peroneus ou fibularis) du tronc sciatique est dégagée des tissus 

avoisinants jusqu'à son point d'émergence du tronc commun sciatique puis sectionnée dans sa 

partie médiane en deux points séparés de 1,5 cm. Le faisceau nerveux est ensuite disséqué à 

l'intérieur du tronc commun sciatique afin de disposer d'une longueur suffisante pour réaliser 

aisément la réparation nerveuse. Le nerf péronier dégagé innerve le muscle Tibialis anterior. 

Un segment de nerf péronier de 1 cm est sectionné et est remplacé par un tube de 1 cm. Les 

extrémités distale et proximale du nerf sont insérées sur 1 mm dans chaque extrémité du tube. 

Les épinèvres des extrémités nerveuses sont suturées aux extrémités du tube préalablement 

imbibé de sérum physiologique. Cette procédure permet de ramollir les parois du tube, ce qui 

facilite sa manipulation et sa mise en place. Le groupe contrôle est composé de rongeurs dont 

le segment nerveux est inversé et immédiatement remis en place en suturant en 5 points les 

épinèvres de chaque extrémité du segment nerveux prélevé avec celles des troncs distal et 

central (fil Ethilon® 10/0). 

Pour tous les groupes expérimentaux, les plans musculaires de la patte sont suturés avec du fil 

vicryl 4/0 et les plaies sont abondamment enduites de Cortiméga®, une pommade anti- 

inflammatoire et antibiotique. Les animaux sont alors placés en ambiance chaude (37°C) 

jusqu'à leur réveil, puis placés dans des cages individuelles où ils reçoivent de l'eau et de la 

nourriture ad libitum. L’analgésie est assurée par une injection sous cutanée de BUPRECARE 

à la dose de 0.02 à 0.5 mg/kg pour le rat et 0.5 à 2.5 mg/kg pour la souris. Les injections se 

font toutes les 6 à 12 heures. 

Dix semaines plus tard, les animaux sont de nouveau anesthésiés au pentobarbital sodique 

(Nembutal, 48 mg/kg). La trachée, la veine et l'artère poplitée controlatérales au nerf étudié 

sont canulées. L'animal est réhydraté par une injection intraveineuse de sérum physiologique 

(1 ml/heure). Une pompe à respiration artificielle (Harvard Respiratory Pump), de volume et 

87

de fréquence variables, pouvant fonctionner sur un mode automatique permet de ventiler 

l'animal qui est curarisé (Bromure de Pancuronium, 10 mg/kg, i.v). La patte gauche est incisée 

et le muscle Tibialis anterior est dégagé de son tissu conjonctif. La patte de l'animal est 

solidement fixée à un support horizontal afin d'éviter tout mouvement au cours de la 

stimulation électrique du muscle. Afin de mesurer la force de la contraction, l'extrémité 

distale du tendon est attachée à une jauge de contrainte isométrique (Microdynamomètre, Ugo 

Basile). 

Le muscle recouvrant le tronc commun sciatique est ensuite disséqué et le nerf péronier et son 

greffon sont désolidarisés des tissus conjonctifs avoisinants. Après section dans la partie 

proximale du nerf, le nerf et le greffon sont placés dans un bain de paraffine maintenu à la 

température de 37°C. La partie laissée libre du nerf périphérique est placée sur une électrode 

bipolaire en tungstène afin de procéder à sa stimulation. Après avoir rétracté les gaines 

conjonctives (épinèvre et périnèvre), de fins faisceaux de fibres nerveuses sont obtenus par 

dilacération à l'aide de pinces fines (technique de la fibre unique : « teasing »). Un « peigne 

d'électrodes » en tungstène, solidaire d'un micromanipulateur, permet d'enregistrer en 

condition monopolaire l'activité électrique extracellulaire des fibres nerveuses. La pression 

artérielle, enregistrée à l'aide d'un capteur (Gould, type N.A), est visualisée sur une autre voie 

de l'enregistreur. La température centrale de l'animal est maintenue entre 37,5° et 39°C à 

l'aide d'une couverture chauffante asservie à une sonde thermique rectale. A la fin de 

l’expérience, l’animal est sacrifié avec une dose létale de pentobarbital. 

Protocole pour axotomie et bulbectomie 


kétamine (150 mg/kg) et de valium (3 mg/kg) dans la pièce de stabulation. L’animal 

anesthésié (perte de réflexes) est ensuite amené dans la pièce de chirurgie et est placé sur un 

appareil de stéréotaxie, maintenue par des barres d’oreilles et par la pièce de gueule. La partie 

supérieure du crâne est rasée et les poils sont éliminés avec une gaze humide. La peau est 

aseptisée à la betadine. Après une infiltration sous cutanée de xylocaïne une incision 

longitudinale est effectuée avec un scalpel et la peau ainsi que le fascia sont écartés. Quand le 

bulbe olfactif apparaît par transparence, on marque l’emplacement avec un feutre. Pour une 

axotomie, avec une perceuse portée à vitesse maximum, on perce la partie osseuse juste 

devant le bulbe olfactif puis on enfonce une aiguille jusqu’au palais et par un mouvement 

horizontal on sectionne les afférences nerveuses innervant la face antérieur du bulbe olfactif. 

88

Pour une bulbectomie, on élimine à la perceuse le petit carré osseux recouvrant le bulbe 

olfactif qui est ensuite éliminé avec une spatule adaptée. La température de l’animal est 

vérifiée au cours de l’opération afin d’éviter une hypothermie. Après la dénervation, la peau 

de l’animal est suturée avec du fil stérile et résorbable vicryl 3/0. L’animal est ensuite placé 

seul dans une cage et est contrôlé attentivement jusqu’à ce qu’il retrouve sa vigilance et 

notamment puisse se tenir debout. L’animal retourne ensuite en zone de stabulation (un 

animal par cage) pour une durée variant entre 1 et 36 jours avant d’être sacrifié par injection 

d’une dose létale de pentobarbital sodique (120 mg/kg) en intra-péritonéal. L’analgésie est 

assurée par une injection sous cutanée de BUPRECARE à la dose de 0.02 à 0.5 mg/kg pour le 

rat et 0.5 à 2.5 mg/kg pour la souris. Les injections se font toutes les 6 à 12 heures. 

Modèles rongeurs de traumatisme de la moelle épinière (transsection, compression) avec 

greffe de cellules olfactives 


kétamine (100 mg/kg) et de xylazine (10 mg/kg) dans la pièce de stabulation. L’animal 

anesthésié (perte de réflexes) est ensuite amené dans la pièce de chirurgie. La partie médiane 

du dos de l’animal est rasée et les poils sont éliminés avec une gaze humide. La peau est 

aseptisée avec de la bétadine. Une incision longitudinale est effectuée avec un scalpel et la 

peau est écartée. Une seconde incision est effectuée dans la masse musculaire entre les 

niveaux thoraciques T6 et T10. A l’aide d’un écarteur, les muscles sont séparés afin d’exposer 

la colonne vertébrale. Une laminectomie est pratiquée au niveau T9. Une anesthésie locale est 

pratiquée en déposant 100 à 200 microlitres de xylocaïne sur la moelle exposée. Pour le 

modèle de compression, une sonde pourvue d’un ballonnet à son extrémité, est introduite 

entre la moelle et la colonne vertébrale de sorte que le ballonnet soit situé sous le niveau T8. 

Le ballonnet est gonflé à une pression de 5 atmosphères pendant 1 minute à l’aide d’une 

seringue contenant de l’eau et équipé d’un mesureur de pression. Au bout d’une minute, le 

ballonnet est dégonflé et retiré. Pour le modèle de transection, la moelle est incisée sur toute 

la largeur à l’aide d’un scalpel au niveau T9. 

Après la compression ou la transection, un morceau de Gelfoam est inséré au dessus de la 

moelle exposée puis les muscles et la peau sont suturés avec du fil stérile et résorbable en 

vicryl 3/0. La température de l’animal est vérifiée au cours de l’opération afin d’éviter une 

hypothermie. L’animal est ensuite placé seul dans une cage et est contrôlé attentivement 

jusqu’à ce qu’il retrouve sa vigilance. L’animal retourne ensuite en zone de stabulation (un 

89

animal par cage) pour une durée variant entre 4 et 16 semaines avant d’être sacrifié par 




heures. 

Durant les quinze jours qui suivent l’opération, l’animal bénéficie de soins post-opératoires 

intensifs. L’animal est pesé tous les jours et, deux fois par jour, son urine est éjectée par une 

pression douce sur la vessie. Si l’urine montre des signes d’infection, une dose de terramycine 

(0,1 ml) est administrée en intrapéritonéal pendant 5 jours. Si l’animal montre des signes de 

souffrance, un traitement au BUPRECARE est administré en intrapéritonéal. 

� Autres protocoles : Protocoles d’analyse du comportement 

Mesure de la récupération fonctionnelle après section du nerf péronier 

Mesure de l’empreinte du pas : les mesures de la longueur du pas (PL : print lenght) et de 

l’écartement des orteils entre le premier et le cinquième orteil (TS : toe spread) sont réalisées 

après imprégnation avec de l’encre indélébile des deux pattes arrières du rat. Nous avons 

utilisé la formule de l’index fonctionnel péronier de Bain-Mackinnon-Hunter en prenant les 

moyennes des valeurs du côté sain (N : normal) et du côté lésé (E : experimental) sur trois pas 

consécutifs sans arrêt. La formule s’écrit de la manière suivante : 

PFI (peroneal function index)= 174.9x[(EPL-NPL)/NPL] + 80,3x[(ETS-NTS)/NTS] - 13.4 

Le score d’un animal sain s’établit à -13.4 

Analyse cinématique de la marche : étude des amplitudes articulaires avec le logiciel SIMI 

motion® 

Cette étude nécessite au préalable le marquage au feutre indélébile de quatre points 

articulaires en regard de la hanche (trochantaris major), du genou (condylus lateralis), de la 

cheville (malleolus lateralis) et de la tête du cinquième métatarsien de la patte arrière gauche. 

L’enregistrement vidéo permet l’analyse du déplacement en 2D des 4 points sur 3 pas 

consécutifs sans arrêt. Le logiciel SIMI motion® traite les données sur chacune des 50 

acquisitions par seconde et détermine les courbes des angles du genou et de la cheville au 

cours du déplacement. Nous avons étudié les amplitudes des angles de dorsiflexion de la 

cheville et de flexion du genou pendant la phase de balancé, les valeurs de l’angle de 

90

dorsiflexion de la cheville au milieu (mid swing) et en fin de la phase de balancé (terminal 

swing). 

Mesure de la récupération fonctionnelle après section ou compression de la moelle 

épinière 

Mesure de la locomotion et de la démarche : on utilise le test BBB. Les animaux sont placés 

dans un openfield et observés pendant 4 minutes. Les principales mesures concernent le 

mouvement de chacune des articulations des pattes inférieures, la capacité de l’animal à 

supporter son poids et la démarche de l’animal lorsque celui-ci parvient à se tenir sur ses 

pattes postérieures. Chaque animal se voit attribuer un nombre de points variant entre 0 et 21. 

Chaque animal est testé une fois par semaine sur des périodes allant de 12 à 36 semaines. 

Mesure de la nage : l’animal est placé dans un couloir de nage en verre, suffisamment étroit 

pour qu’il ne puisse revenir à sa plateforme d’origine. L’animal est filmé et le mouvement de 

la patte est ensuite analysé avec le logiciel SIMI motion® décrit plus haut. 

Comportement sur une échelle inclinée : l’animal est placé sur une échelle horizontale. Cette 

dernière est ensuite progressivement élevée à l’une de ses extrémités jusqu’à atteindre l’angle 

de 55°. Lorsque l’échelle est inclinée de la sorte, l’animal ne peut tenir agrippé à l’échelle 

avec la seule force de ses pattes antérieures. Il a besoin de l’aide de ses pattes postérieures 

pour pouvoir se maintenir sur les barreaux. 

Mesure de la paralysie induite par l’injection d’un peptide myélinique (modèle EAE de 

sclérose en plaques) 

Un cocktail contenant de l’adjuvant de Freund, la mycobactérie tuberculosis, le peptide MOG 

(Myelin Oligodendrocyte Glycoprotein) est injecté en sous cutané, au niveau de la nuque. Les 

premiers signes cliniques sont observés 2 à 3 semaines après l’injection. L’échelle 

d’évaluation comprend six stades. Les animaux sont observés quotidiennement dans un 

openfield pendant 40 jours. 

0 Pas de symptômes 

1 Queue flaccide 

2 Faiblesse du train arrière (mais plie les 2 pattes) 

Démarche surbaissée 

2,5 Faiblesse du train arrière (mais plie les 2 pattes) 


Perte d’équilibre ou tremblement (« tangue ») 

91

3 Paralysie partielle du train arrière (plie 1 patte, l’autre « traîne ») 

4 Paralysie totale du train arrière 


Troubles sphinctériens 

Hémorragies oculaires, nasales, etc. 

Parésie ou paralysie partielle ou totale des pattes avant 

5,5 Stade moribond sans mort immédiate 

6 Stade moribond sans mort immédiate 


François FERON, N° d’autorisation : 13-249 

Véréna LANDEL, (inscrite en formation de niveau 1) 

Isabelle VIRARD, (demande de changement d’établissement en cours) 

92





vigiles 



anesthésiés 

















apprentissage 


préciser) 








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Protocole appliqué à des foetus 

Culture de neurones de cortex ou d’hippocampe. Les mères gestantes sont profondément anesthésiées par 

inhalation d’halothane. Après incision de l’abdomen (suivi de décapitation), le placenta est prélevé et 

transféré dans un tampon glacé. Les embryons (au stade embryonnaires E17-18) sont alors prélevés, 

décapités et les cerveaux prélevés. 

Protocoles appliqués à des souriceaux de 3 à 6 jours. 

Protocole 1 pour les cellules souches de la zone sous ventriculaire : 

On décapite les souriceaux avec des ciseaux. 

On prélève le cerveau uniquement pour en faire des coupes coronales au vibratome, puis on microdissèque 

la SVZ sur ces coupes. 

Protocole 2 pour les cultures d’astrocytes corticaux, de neurones de cervelet ou de cultures 

organoytpiques d’hippocampe : 

Les prélèvements des cerveaux se font ici 3-10 jours après la naissance sur les animaux anesthésiées et 

décapités comme ci-dessus. 


Protocole 1 pour la biologie moléculaire : 


On coupe la tête aux ciseaux. 

On prélève le cerveau, le cervelet et les bulbes olfactifs. 

On ouvre l’abdomen et on prélève le foie, la rate, les reins, le thymus. 

Puis on dégage la colonne vertébrale et on récupère la moelle épinière. 

Tous les tissus sont ensuite fixés et congelés. 

Protocole 2 pour l’immunohistochimie : 

On anesthésie la souris par injection intrapéritonéale de pentobarbital sodique (70 mg/kg). 

On ouvre la cage thoracique puis on dégage le cœur. 

On insère une aiguille reliée au tuyau d’une pompe péristaltique dans le ventricule gauche. 

On coupe l’oreillette droite, le sang est alors remplacé par la solution perfusée (PFA 4% ou PBS). 

Ensuite on prélève le foie, la rate, les reins, le thymus, la moelle épinière et le cerveau. 

Les organes sont congelés directement. 

Protocole 3 pour la culture de cellules du système immunitaire : 


On ouvre l’abdomen et on prélève la rate que l’on dilacère pour récupérer les cellules sanguines. 

Protocole 4 pour la culture de cellules du système olfactif : 

Rats et souris sont euthanasiés par une overdose de pentobarbital sodique et la tête est isolée du reste du 

corps. La muqueuse olfactive est exposée après élimination de la peau, des muscles de la face, des incisives 

et de la mâchoire inférieure. 


Modèle rongeur de lésion du nerf péronier avec greffe de tuteur de repousse nerveuse 

L'anesthésie générale des animaux (rats mâles Lewis ou Sprague Dawley) est obtenue par injection 

intrapéritonéale de pentobarbital sodique (Nembutal®, 70 mg/kg). Une injection ip. d'atropine 

(0.05mg/kg) permet de réduire les sécrétions dans les voies aériennes potentiellement obstructives. 

L'animal étant placé en décubitus dorsal, des incisions cutanées et musculaires au niveau de la patte 

postérieure gauche permettent d'accéder au nerf sciatique. La branche péronière (peroneus ou fibularis) 

du tronc sciatique est dégagée des tissus avoisinants jusqu'à son point d'émergence du tronc commun 

sciatique puis sectionnée dans sa partie médiane en deux points séparés de 1,5 cm. Le faisceau nerveux est 

94

ensuite disséqué à l'intérieur du tronc commun sciatique afin de disposer d'une longueur suffisante pour 

réaliser aisément la réparation nerveuse. Le nerf péronier dégagé innerve le muscle Tibialis anterior. 

Un segment de nerf péronier de 1 cm est sectionné et est remplacé par un tube de 1 cm. Les extrémités 

distale et proximale du nerf sont insérées sur 1 mm dans chaque extrémité du tube. Les épinèvres des 

extrémités nerveuses sont suturées aux extrémités du tube préalablement imbibé de sérum physiologique. 

Cette procédure permet de ramollir les parois du tube, ce qui facilite sa manipulation et sa mise en place. 

Le groupe contrôle est composé de rongeurs dont le segment nerveux est inversé et immédiatement remis 

en place en suturant en 5 points les épinèvres de chaque extrémité du segment nerveux prélevé avec celles 

des troncs distal et central (fil Ethilon® 10/0, 200 microns). 



Pour tous les groupes expérimentaux, les plans musculaires de la patte sont suturés avec du fil vicryl 4/0 et 

les plaies sont abondamment enduites de Cortiméga®, une pommade anti-inflammatoire et antibiotique. 

Les animaux sont alors placés en ambiance chaude (37°C) jusqu'à leur réveil, puis placés dans des cages 

individuelles où ils reçoivent de l'eau et de la nourriture ad libitum. 

Dix semaines plus tard, les animaux sont de nouveau anesthésiés au pentobarbital sodique (Nembutal, 70 

mg/kg). La trachée, la veine et l'artère poplitée controlatérales au nerf étudié sont canulées. L'animal est 

réhydraté par une injection intraveineuse de sérum physiologique (1 ml/heure). Une pompe à respiration 

artificielle (Harvard� Respiratory Pump), de volume et de fréquence variables, pouvant fonctionner sur 

un mode automatique permet de ventiler l'animal qui est curarisé (Bromure de Pancuronium�, 10 mg/kg, 

i.v). La patte gauche est incisée et le muscle Tibialis anterior est dégagé de son tissu conjonctif. La patte de 

l'animal est solidement fixée à un support horizontal afin d'éviter tout mouvement au cours de la 

stimulation électrique du muscle. Afin de mesurer la force de la contraction, l'extrémité distale du tendon 

est attachée à une jauge de contrainte isométrique (Microdynamomètre, Ugo Basile). 

Le muscle recouvrant le tronc commun sciatique est ensuite disséqué et le nerf péronier et son greffon sont 

désolidarisés des tissus conjonctifs avoisinants. Après section dans la partie proximale du nerf, le nerf et le 

greffon sont placés dans un bain de paraffine maintenu à la température de 37°C. La partie laissée libre 

du nerf périphérique est placée sur une électrode bipolaire en tungstène afin de procéder à sa stimulation. 

Après avoir rétracté les gaines conjonctives (épinèvre et périnèvre), de fins faisceaux de fibres nerveuses 

sont obtenus par dilacération à l'aide de pinces fines (technique de la fibre unique : « teasing »). Un « 

peigne d'électrodes » en tungstène, solidaire d'un micromanipulateur, permet d'enregistrer en condition 

monopolaire l'activité électrique extracellulaire des fibres nerveuses. La pression artérielle, enregistrée à 

l'aide d'un capteur (Gould, type N.A), est visualisée sur une autre voie de l'enregistreur. La température 

centrale de l'animal est maintenue entre 37,5° et 39°C à l'aide d'une couverture chauffante asservie à une 

sonde thermique rectale. A la fin de l’expérience, l’animal est sacrifié avec une dose létale de 

pentobarbital. 



Protocole pour axotomie et bulbectomie 


mg/kg) et de valium (3 mg/kg). L’animal est placé sur un appareil de stéréotaxie, maintenue par des 

barres d’oreilles et par les dents. La partie supérieure du crâne est rasée et les poils sont éliminés avec une 

gaze humide. La peau est aseptisée à la betadine. Une incision longitudinale est effectuée avec un scalpel et 

la peau ainsi que le fascia sont écartés. La dure mère est éliminée par grattage avec une spatule et, quand 

le bulbe olfactif apparaît par transparence, on marque l’emplacement avec un feutre. Pour une axotomie, 

avec une perceuse portée à vitesse maximum, on perce la partie osseuse juste devant le bulbe olfactif puis 

on enfonce une aiguille jusqu’au palais et par un mouvement horizontal on sectionne les afférences 

nerveuses innervant la face antérieur du bulbe olfactif. Pour une bulbectomie, on élimine à la perceuse le 

petit carré osseux recouvrant le bulbe olfactif qui est ensuite éliminé avec une spatule adaptée. La 

température de l’animal est vérifiée au cours de l’opération afin d’éviter une hypothermie. Après la 

dénervation, la peau de l’animal est suturée avec du fil stérile et résorbable en vicyl 3-0. L’animal est 

ensuite placé seul dans une cage et est contrôlé attentivement jusqu’à ce qu’il retrouve sa vigilance et 

notamment puisse se tenir debout. L’animal retourne ensuite en zone de stabulation (un animal par cage) 

pour une durée variant entre 1 et 36 jours avant d’être sacrifié par injection d’une dose létale de 

pentobarbital sodique (100 mg/kg) en intra-péritonéal. 



95

Modèles rongeurs de traumatisme de la moelle épinière (transsection, compression) avec greffe de cellules 

olfactives 


mg/kg) et de xylazine (10 mg/kg). La partie médiane du dos de l’animal est rasée et les poils sont éliminés 

avec une gaze humide. La peau est aseptisée avec de la betadine. Une incision longitudinale est effectuée 

avec un scalpel et la peau est écartée. Une seconde incision est effectuée dans la masse musculaire entre les 

niveaux thoraciques T6 et T10. A l’aide d’un écarteur, les muscles sont séparés afin d’exposer la colonne 

vertébrale. Une laminectomie est pratiquée au niveau T9. Une anesthésie locale est pratiquée en déposant 

100 à 200 microlitres de xylocaïne sur la moelle exposée. Pour le modèle de compression, une sonde 

pourvue d’un ballonnet à son extrémité, est introduite entre la moelle et la colonne vertébrale de sorte que 

la ballonnet soit situé sous le niveau T8. Le ballonnet est gonflé à une pression de 5 atmosphères pendant 1 

minute à l’aide d’une seringue contenant de l’eau et équipé d’un mesureur de pression. Au bout d’une 

minute, le ballonnet est dégonflé et retiré. Pour le modèle de transection, la moelle est incisée sur toute la 

largeur à l’aide d’un scalpel au niveau T9. 

Après la compression ou la transection, un morceau de Gelfoam est inséré au dessus de la moelle exposée 

puis les muscles et la peau sont suturés avec du fil stérile et résorbable en vicryl 3-0. La température de 

l’animal est vérifiée au cours de l’opération afin d’éviter une hypothermie. L’animal est ensuite placé seul 

dans une cage et est contrôlé attentivement jusqu’à ce qu’il retrouve sa vigilance. L’animal retourne 

ensuite en zone de stabulation (un animal par cage) pour une durée variant entre 4 et 16 semaines avant 

d’être sacrifié par injection d’une dose létale de pentobarbital sodique (120 mg/kg) en intra-péritonéal. 

Durant les quinze jours qui suivent l’opération, l’animal bénéficie de soins post-opératoires intensifs. 

L’animal est pesé tous les jours et, deux fois par jour, son urine est éjectée par une pression douce sur la 

vessie. Si l’urine montre des signes d’infection, une dose de terramycine (0,1 ml) est administrée en 

intrapéritonéal pendant 5 jours. Si l’animal exhibe des signes de souffrance, un traitement au 

BUPRECARE est administré. 

- Autres protocoles : Protocoles d’analyse du comportement 

Mesure de la récupération fonctionnelle après section du nerf péronier 

Mesure de l’empreinte du pas 

Les mesures de la longueur du pas (PL : print lenght) et de l’écartement des orteils entre le premier et le 

cinquième orteil (TS : toe spread) sont réalisées après imprégnation avec de l’encre indélébile des deux 

pattes arrières du rat. Nous avons utilisé la formule de l’index fonctionnel péronier de Bain-Mackinnon- 

Hunter en prenant les moyennes des valeurs du côté sain (N : normal) et du côté lésé (E : experimental) 

sur trois pas consécutifs sans arrêt. La formule s’écrit de la manière suivante : 

PFI(peroneal function index)= 174.9x[(EPL-NPL)/NPL] + 80,3x[(ETS-NTS)/NTS] - 13.4 

Le score d’un animal sain s’établit à -13.4 

Analyse cinématique de la marche : étude des amplitudes articulaires avec le logiciel SIMI motion® 

Cette étude nécessite au préalable le marquage au feutre indélébile de quatre points articulaires en regard 

de la hanche (trochantaris major), du genou (condylus lateralis), de la cheville (malleolus lateralis) et de la 

tête du cinquième métatarsien de la patte arrière gauche. L’enregistrement vidéo permet l’analyse du 

déplacement en 2D des 4 points sur 3 pas consécutifs sans arrêt. Le logiciel SIMI motion® traite les 

données sur chacune des 50 acquisitions par seconde et détermine les courbes des angles du genou et de la 

cheville au cours du déplacement. Nous avons étudié les amplitudes des angles de dorsiflexion de la 

cheville et de flexion du genou pendant la phase de balancé, les valeurs de l’angle de dorsiflexion de la 

cheville au milieu (mid swing) et en fin de la phase de balancé (terminal swing). 

Mesure de la récupération fonctionnelle après section ou compression de la moelle épinière 

Mesure de la locomotion et de la démarche 

On utilise le test BBB. Les animaux sont placés dans un openfield et observés pendant 4 minutes. Les 

principales mesures concernent le mouvement de chacune des articulations des pattes inférieures, la 

capacité de l’animal à supporter son poids et la démarche de l’animal lorsque celui-ci parvient à se tenir 

sur ses pattes postérieures. Chaque animal se voit attribuer un nombre de points variant entre 0 et 21. 

Chaque animal est testé une fois par semaine sur des périodes allant de 12 à 36 semaines. 

Mesure de la nage 

96

L’animal est placé dans un couloir de nage en verre, suffisamment étroit pour qu’il ne puisse revenir à sa 

plateforme d’origine. L’animal est filmé et le mouvement de la patte est ensuite analysé avec le logiciel 

SIMI motion® décrit plus haut. 

Comportement sur une échelle inclinée 

L’animal est placé sur une échelle horizontale. Cette dernière est ensuite progressivement élevée à l’une de 

ses extrémités jusqu’à atteindre l’angle de 55°. Lorsque l’échelle est inclinée de la sorte, l’animal ne peut 

tenir agrippé à l’échelle avec la seule force de ses pattes antérieures. Il a besoin de l’aide de ses pattes 

postérieures pour pouvoir se maintenir sur les barreaux. 

Mesure de la paralysie induite par l’injection d’un peptide myélinique (modèle EAE de sclérose en 

plaques) 

Un cocktail contenant de l’adjuvant de Freund, la mycobactérie tuberculosis, le peptide MOG (Myelin 

Oligodendrocyte Glycoprotein) est injecté en sous cutané, au niveau de la nuque. Les premiers signes 

cliniques sont observés 2 à 3 semaines après l’injection. L’échelle d’évaluation comprend six stades. Les 

animaux sont observés quotidiennement dans un openfield pendant 40 jours. 

0 Pas de symptômes 

1 Queue flaccide 

2 Faiblesse du train arrière (mais plie les 2 pattes) 


2,5 Faiblesse du train arrière (mais plie les 2 pattes) 


Perte d’équilibre ou tremblement (« tangue ») 

3 Paralysie partielle du train arrière (plie 1 patte, l’autre « traîne ») 



Troubles sphinctériens 

Hémorragies oculaires, nasales, etc. 

Parésie ou paralysie partielle ou totale des pattes avant 

5,5 Stade moribond sans mort immédiate 

6 Stade moribond sans mort immédiate 




-Autres rongeurs : rats et souris 



-Reptiles : 


-Poissons : 


97

Neurobiologie des canaux ioniques UMR 641 

INSERM 


Intitulé : Plasticité de l’excitabilité et Epilepsie 

Responsable : Dr. Dominique DEBANNE 

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Intitulé : Plasticité de l’excitabilité et Epilepsie 

Responsable : Dr. Dominique DEBANNE 


Etude de la plasticité de la transmission synaptique et de la plasticité intrinsèque des neurones 

de l’hippocampe et du cortex in vitro (tranches en survie et cultures). Electrophysiologie en 

patch-clamp et imagerie confocale dynamique. 


� Rattus norvegicus : souche Wistar, ratons entre P5-P20. 

� Mus musculus : Souris transgéniques sur fond C57/Bl6 exprimant le gène de la 

recombinase Cre sous contrôle du promoteur de la parvalbumine et le gène pour la 

green fluorescent protein encadré par des séquences loxP. Souriceaux entre P5 et P15 

exprimant la GFP dans une classe particulière d’interneurones inhibiteurs. 

Dans les deux cas les animaux sont utilisés pour produire des tranches de cortex ou 

d’hippocampe destinées à l’enregistrement en électrophysiologie avec ou sans mise en culture 

préalable. Le modèle est non substituable par des lignées cellulaires en culture ou par un 

système reconstitué. 


Anesthésie profonde par injection ip d’hydrate de chloral 8% en solution isotonique, 400 

mg/kg, suivie d’euthanasie par décapitation avant prélèvement du cerveau. 


Dominique DEBANNE, N° d’autorisation : 13-145 

Edmond CARLIER, N° d’autorisation : 13-153 

Sylvain RAMA, (demande d’autorisation en cours) 

Olivier CAILLARD, (demande d’autorisation en cours) 

Franck DUBRUC, (demande d’autorisation en cours) 

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- Autres protocoles : euthanasie par décapitation après anesthésie. 







-Reptiles : 


-Poissons : 


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INSERM 


Intitulé : Homéostasie de l’Excitabilité et Neuromodulation 

Responsable : Dr. Jean-Marc GOAILLARD 

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Intitulé : Homéostasie de l’Excitabilité et Neuromodulation 

Responsable : Dr. Jean-Marc GOAILLARD 


Electrophysiologie sur tranches, enregistrements de neurones dopaminergiques de la 

substance noire compacte de rats et de souris. Egalement enregistrements de cellules 

dissociées, et bientôt cultures primaires de substance noire compacte de souris. 

Les animaux sont utilisés pour produire des tranches pour l’enregistrement en 

électrophysiologie avec ou sans mise en culture préalable. Le modèle est non substituable par 

des lignées cellulaires en culture ou par un système reconstitué. 


Rats, souris, incluant des souris transgéniques TH-GFP (déjà présentes à l’animalerie). 

Les animaux sont utilisés pour produire des tranches pour l’enregistrement en 

électrophysiologie avec ou sans mise en culture préalable. Le modèle est non substituable par 

des lignées cellulaires en culture ou par un système reconstitué. 


Euthanasie par décapitation après anesthésie préalable à l’isoflurane. 


Jean-Marc GOAILLARD, N° d’autorisation : 13-375 

Adele WOODHOUSE 

Martial DUFOUR, (inscrit en formation de niveau1) 

Marion BAUDOUX titulaire d’un niveau2 

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-Reptiles : 


-Poissons : 


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INSERM 


Intitulé : Mécanismes moléculaires de la libération de 

neurotransmetteurs 

Responsable : Dr. Oussama EL FAR 

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Intitulé : Mécanismes moléculaires de la libération de neurotransmetteurs 

Responsable : Dr. Oussama EL FAR 


Etude des mécanismes moléculaires de la libération de neurotransmetteurs sur des cultures 

neuronales d’hippocampe, de cortex ainsi que de ganglions cervicaux in vitro 

(Electrophysiologie en patch-clamp). Biochimie des interactions protéiques sur des extraits de 

cerveau. 


Rattus norvegicus : souche Wistar, ratons entre P5-P20 ainsi que rat adulte 

Mus musculus, adulte 

Les cerveaux de ces animaux sont extraits pour étudier biochimiquement les interactions 

protéiques. Aussi, les animaux sont utilisés pour produire des cultures neuronales destinées à 

l’enregistrement en électrophysiologie. Le modèle est non substituable par des lignées 

cellulaires en culture ou par un système reconstitué. 


Anesthésie profonde par injection ip d’hydrate de chloral 8% en solution isotonique, 400 

mg/kg, suivie d’euthanasie par décapitation avant prélèvement. 


Oussama EL FAR, N° d’autorisation : 13-177 

Cécile IBORRA, N° d’autorisation : 13-284 (demande de renouvellement en cours) 

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-Reptiles : 


-Poissons : 


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Physiologie et physiopathologie en conditions 

d’oxygénation extrêmes (P2COE) UMR MD2 

Intitulé : Suractivité et fatigue 

Responsable : Pr. Yves JAMMES 


110

Intitulé : Suractivité et fatigue 

Responsable : Pr. Yves JAMMES 


Création de modèles animaux reproduisant les conditions et les conséquences physiologiques 

et biochimiques de la suractivité physique. 


Les espèces animales utilisées sont le rat et la souris. Les rongeurs constituent les modèles 

animaux les plus utilisés dans les études physiologiques en général et dans le domaine de la 

suractivité en particulier. De plus, l’équipe a réalisé tous ses travaux précédents sur ce 

modèle. Il est connu aussi que l’essentiel des travaux publiés en relation avec la thématique 

ont été réalisés sur le rat et la souris. 


� Explorations chez le rat vigile : conditionnement à l’hypoxie normobare associé 

ou non à une programme d’entrainement sur tapis roulant. 

Contrôles de concentrations en O2 et CO2 dans l’enceinte – nourriture et boisson ad libidum 

Examens cliniques : mesures non invasive de saturation transcutanée en O2 (SpO2) et de 

fréquence cardiaque par un capteur placé transitoirement sur la queue ou une patte postérieure 

(Système Mouse Ox, WWPI) 

Au terme d’un protocole de conditionnement, anesthésie générale par injection 

intrapéritonéale de pentobarbital sodique à la dose de 60mg/kg, puis on procède : 

� Aux prélèvements d’organes (muscles squelettiques, diaphragme, cœur, foie, cerveau, 

poumons) : dosages de marqueurs du stress oxydatif, de cytokines ou/et de protéines 

de stress 

� Aux enregistrements électrophysiologiques d’activités afférentes musculaires 

(ventilation mécanique – mesures continues de pression artérielle, SpO2 et fréquence 

cardiaque). Euthanasie en fin d’expérience par injection intraartérielle d’une dose 

létale de pentobarbital sodique 

111

� Explorations chez le rat anesthésié : 

� Etude des conséquences de la fatigue musculaire induite par stimulation 

électrique sur la production (ELISA) et l’expression (Western blot) des 

protéines de stress (HSPs) 

� Etude des conséquences de variations de température intramusculaire 

(réchauffement ou refroidissement obtenus par effet Pelletier) sur 

l’activité spontanée des métaborécepteurs (afférences du groupe IV) et 

leur réponse à une fatigue induite par stimulation électrique 

� Protocole général : 

Anesthésie générale induite par injection intrapéritonéale de pentobarbital sodique à la 

dose de 60mg/kg et poursuivie par répétition des doses en intraveineuse. 

Contrôle du niveau d’anesthésie par mesure et surveillance continue de pression 

artérielle carotidienne et de fréquence cardiaque. 

Contrôle de l’état d’oxygénation sous ventilation mécanique (10ml/kg) par 

surveillance continue de SpO2 (MouseOx WPI) 

Remarque : Les espèces souris ne fait pas l’objet de protocoles actuels 


Yves JAMMES, N° d’autorisation : 13-44 

Jean Guillaume STEINBERG, N° d’autorisation : 13-45 

Stéphane DELPIERRE, N° d’autorisation : 13-46 

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Au terme d’un protocole de conditionnement, anesthésie générale par injection 

intrapéritonéale de pentobarbital sodique à la dose de 70mg/kg, puis on procède aux 

prélèvements d’organes (muscles squelettiques, diaphragme, cœur, foie, cerveau, 

poumons) : dosages de marqueurs du stress oxydatif, de cytokines ou/et de protéines de 

stress 









-Reptiles : 


-Poissons : 


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Intitulé : Dysoxie, Système Adénosinergique et Inflammation 

Responsable : Dr. Jean RUF 

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Intitulé : Dysoxie, Système Adénosinergique et Inflammation 

Responsable : Dr. Jean RUF 


Recherche fondamentale 


Les espèces animales utilisées est la souris. La souris constitue le modèle animal le plus 

utilisé dans les études physiologiques en général et dans la thématique de l’équipe en 

particulier. Il est connu aussi que l’essentiel des travaux publiés en relation avec la thématique 

ont été réalisés sur le rat et la souris. 


� Production d’anticorps monoclonaux murins 

Administration de substances sur animaux vigiles (souris) : 2 injections, à 15 jours 

d’intervalle, d’immunogène protéique ou peptidique en tampon salin par voie i.p. en présence 

d’adjuvant (Adjuvant complet puis incomplet de Freund) puis, 15 jours plus tard, rappel par 

voie i.v. sans adjuvant. 

Prélèvement de substance sur animaux anesthésiés (souris) : Avant immunisation (stade pré- 

immun) et avant le rappel i.v. (stade immun), les souris sont anesthésiées à l’isofluorane pour 

prélèvement sanguin sur tube hépariné à partir du sinus rétro-orbital afin de choisir celles 

ayant développé le plus d’anticorps spécifiques de l’immunogène. 

Euthanasie des animaux en vue de prélèvement (souris) : 3 jours après le rappel i.v. des souris 

immunes, euthanasie de ces souris par dislocation cervicale pour prélèvement de rate en vue 

de fusion cellulaire des cellules spléniques avec un myélome murin. 


Josée-Martine DURAND-GORDE, N° d’autorisation : 13-194 

Jean RUF, N° d’autorisation : 13-195 

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Prélèvement de substance sur animaux anesthésiés (souris) : Avant immunisation (stade 

pré-immun) et avant le rappel i.v. (stade immun), les souris sont anesthésiées à 

l’isofluorane pour prélèvement sanguin sur tube hépariné à partir du sinus rétro-orbital 

afin de choisir celles ayant développé le plus d’anticorps spécifiques de l’immunogène. 









-Reptiles : 


-Poissons : 


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Intitulé : Physiopathologie et action thérapeutique des gaz en hypo 

et hyperpression 

Responsable : Dr. Jean-Claude ROSTAIN 

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Intitulé : Physiopathologie et action thérapeutique des gaz en hypo et 

hyperpression 

Responsable : Dr. Jean-Claude ROSTAIN 


Les recherches s'intéressent aux interactions qui existent entre différents systèmes de 

neurotransmission au sein de certaines structures nerveuses, le rôle des récepteurs et les 

modifications que provoquent des environnements particuliers notamment les effets des gaz 

inertes (narcose aux gaz inertes), de la pression (hypo ou hyper pression) ou de l’hypoxie et 

de l'hyperoxie. Des recherches comportementales sont effectuées sur des rats, souris, cobayes 


Rat, souris, cobaye. 

Le choix de ces espèces est dicté par la facilité à se les procurer et les maintenir ou reproduire 

en laboratoire. Sa standardisation, la taille des animaux permet de l’utiliser pour des 

techniques de stéréotaxie. Finalement la généralisation de son utilisation permet la 

comparaison des résultats obtenus avec ceux d’autres équipes de recherche de part le monde. 


Les études effectuées en environnements extrêmes (hyperoxie, hautes pressions, narcose aux 

gaz inertes) sont réalisées sur des animaux bioinstrumentés, éveillés, libres de mouvements 

(rats, souris, cobayes). Ils sont exposés à l'intérieur d'un caisson hyperbare à l'augmentation de 

pression de mélange respiratoire contenant des gaz inertes. Des substances antagonistes ou 

agonistes de certains récepteurs sont administrées par voie intraventriculaires ou focalement 

dans certaines structures centrales. Les neurotransmetteurs étudiés sont soit recueillis par 

microdialyse et ensuite dosés par HPLC, soit dosés par voltamétrie. Les animaux qui ont 

terminé le cycle expérimental sont euthanasiés. 


120

Justifications scientifiques : les études sur les interactions de la neurotransmission acide 

aminergique et monoaminergique au niveau des voies nigro-striés ou striato pallidales et les 

modifications entraînées par la narcose aux gaz inertes, la pression ou l'hyperoxie, nécessitent 

l'implantation sous contrôle stéréotaxique 

- de canules pour l'injection de substances pharmacologiques soit dans l'un ou l'autre des 

compartiments de la substance noire, soit dans les ventricules latéraux; 

- d'électrodes en fibre de carbone permettant de mesurer la libération de certains 

neurotransmetteurs au niveau du striatum ou du noyau accumbens; 

- de sondes de microdialyse permettant de recueillir des dialysats au niveau du striatum par 

exemple; 

- d'électrodes pour le recueil des activités électrophysiologiques au niveau du striatum ou du 

globus pallidus. 

1 Etude de l’interaction acide aminés et monoamines au niveau de la voie nigro- 

striée. Effets des gaz inertes et de la pression 

Les animaux sont des rats males Sprague Dawley (Charles River) d’un poids avoisinant les 

300g. L’intervention chirurgicale est réalisée sous anesthésie générale. Les animaux sont 

soumis à une anesthésie gazeuse à l’halothane (Halothane ® , Belamont) afin de pouvoir les 

manipuler sans stess pour l’injections des anesthésiques. L’anesthésie pour l’intervention 

chirurgicale est pratiquée par l'injection intrapéritonéale de pentobarbital sodique à 30 mg/kg 

(Sanofi Santé Animal) et entretenue par des injections intramusculaires de kétamine à 100 

mg/kg (Imalgène ® 500, laboratoire Rhône- Mérieux). 

Les animaux anesthésiés sont installés dans un appareil de contention stéréotaxique 

(Référence: DAVID KOPF DKI 900). La tête de l'animal est immobilisée, et centrée, à l'aide 

des barres d'oreilles, et d'une barre d'incisives réglée à – 3,9 mm, correspondant à des rats 

mâles Sprague-Dawley d’un poids de 299 ± 20 g (Paxinos et Watson, 1986). 

La peau du crâne est incisée, les tissus sous jacents enlevés, et l'os crânien ainsi dégagé et 

nettoyé à l’eau oxygénée puis séché. Des électrodes de référence et auxiliaire constituées par 

des vis inoxydables sont vissées dans l’os du crâne. Des trous sont réalisés dans l'os du crâne, 

à l'aide d'une fraise de dentiste pour permettre le passage d’électrodes en multifibre de 

carbone et de guide canule. Les électrodes multifibres de carbone (MFC) peuvent être 

endommagées lors de l'implantation, à travers la dure-mère. Par conséquent, avant la descente 

121

des électrodes en MFC, la dure-mère est incisée, et la surface du cerveau est nettoyée afin 

qu'il ne reste ni débris d’os, ni sang, ni œdème. De plus, il ne doit pas y avoir de saignement 

lors de l'implantation de l’électrode afin d’éviter que la surface active de l’électrode 

s’imprègne de sang, cela pourrait entraîner une atténuation de la sélectivité des signaux 

détectés (présence d’amines dans le sang). 

L'implantation bilatérale des électrodes MFC et des guides de canule est réalisée d’après les 

coordonnées de l’atlas stéréotaxique (Paxinos et Watson, 1986), déterminées par rapport au 

point théorique λ qui se situe à l'intersection définie par les barres d'oreilles et le plan sagittal. 

Les coordonnées des implantations intracérébroventriculaires sont déterminées par rapport 

aux coordonnées moyennes obtenues par rapport au point théorique λ et au point réel β, qui se 

situe à l'intersection des plaques osseuses antérieures du crâne et du plan sagittal. 

Les électrodes de travail sont implantées dans le striatum dorsal, aux coordonnées suivantes: 

Striatum : Antériorité = + 10,00 mm, 

Latéralité = + 2,90 mm, 

Hauteur = + 5,00 mm. 

Les guides des canules d’injection sont fabriqués par nos soins à partir d’aiguilles (21G) 

coupées à chaque extrémité. Les canules permettant l’injection sont propres à chaque guide, et 

sont fabriquées à partir d’aiguilles de taille inférieure (25G). L’extrémité est déplastifiée de 

façon à permettre la fixation de la tubulure. Les guides de canule sont implantés dans la 

substance noire pars compacta (SNc), la substance noire pars reticulata (SNr) ou dans le 

ventricule latéral droit, aux coordonnées suivantes 

SNc : Antériorité = + 4,00 mm, 



SNr : Antériorité = + 3,80 mm, 



Ventricule : (β) Antériorité = - 0.92 mm, 


Hauteur = - 3,50 mm. 

Ventricule : (λ) Antériorité = + 8,08 mm, 

122



Les fils conducteurs des électrodes sont ensuite soudés à un miniconnecteur (Ouest 

électronique EM 5F). L’ensemble électrodes, miniconnecteur, guides de canule, est fixé au 

crâne de l’animal par une résine dentaire auto-polymérisante (Unifast trad, Japon). De la 

poudre antibiotique est pulvérisée sur ‘ensemble avant que la peau soit recousue. Un gel de 

Xylocaïne est passé sur la plaie. L’analgésie est assurée par une injection sous cutanée de 

BUPRECARE à la dose de 0.02 à 0.5 mg/kg pour le rat et 0.5 à 2.5 mg/kg pour la souris. Les 

injections se font toutes les 6 à 12 heures. 

Les guides de canule sont obturés jusqu'au jour de l'expérience qui se fera sur des animaux 

vigiles libres de mouvements. Les animaux sont placés dans une cage de réveil, puis après le 

réveil dans une armoire à animaux (IFFA CREDO) où ils sont laissés pendant au moins une 

semaine avant de commencer les expériences. 

2 Etude des intéractions acides aminés et monoamines au niveau de la voie striato 

pallidale. Effets des gaz inertes et de la pression. 

L’anesthésie et l’intervention chirurgicale sont réalisées sur des rats males Sprague Dawley 

(~300g) selon le même protocole décrit précédemment. 

Dans ce cas, des guides canules (Carnegie Medecine, Phymep, Paris) sont implantés dans le 

striatum et/ou le globus pallidus 

Le guide canule est positionné stéréotaxiquement selon les coordonnées de l’atlas de Konig et 

Klippel (1967) pour que la canule de microdialyse, une fois mise en place dans le guide, soit 

localisée soit dans le striatum ou dans le globus pallidus. 

Striatum Antériorité: 7.98 

Latéralité: 2.5 

Hauteur:2.00 

Globus pallidus Antériorité: 6.67 

Latéralité: 2.4 

Hauteur:0.5 

Ces guides sont fixés sur la boîte crânienne par de la résine dentaire. Après pulvérisation d’un 

antibiotique et pose d’un gel de Xylocaïne la peau est suturée. L’animal est ensuite placé dans 

une cage de réveil. Une fois réveillé, l’animal est placé dans une armoire (IFFA CREDO) où 

123

il est laissé au moins une semaine avant de commencer les expériences. A ce moment la sonde 

de microdyalise est descendue dans le guide canule sur l’animal vigile et libre de mouvement. 



heures. 

3 Etude de l’activité électrique des neurones striataux ou du globus pallidus. Effet 

des gaz inertes. 

� Animal chronique 

L’anesthésie et l’intervention chirurgicale sont réalisées sur des rats males Sprague Dawley (~ 

300g) selon le protocole décrit précédemment. Les électrodes d’électrophysiologie sont en 

acier et sont implantées selon la procédure décrite en précédemment pour les électrodes MFC 

et les guides canules. 

Le même protocole est appliqué pour le réveil et la période de récupération. 

� Animal aiguë 

Les rats males Spragues Dawley (~300g) sont anesthésiés au Chloral hydrate (400mg/kg intra 

peritonéal) et placés sur un appareil de contention selon la procédure décrite en 1. Des trous 

sont pratiqués dans l’os du crâne pour pouvoir accéder dans le striatum ou au globus pallidus. 

La dure mère est incisée. Les microélectrodes de verre sont descendues à l’aide d’un micro 

descendeur. 

A la fin de l’expérience l’animal est sacrifié par injection intracardiaque de pentobarbital. 

4 Etude neurochimique des effets de l’hyperoxie ou de l’hypoxie sur le 

système nerveux central. 

Le protocole d’anesthésie et l’intervention chirurgicale est le même que celui décrit en 1. Les 

électrodes EEG sont constituées de vis en acier inoxydables vissés dans l’os. Les soins, le 

réveil et la période de récupération sont les mêmes que celles décrite en 1. 


Jean-Claude ROSTAIN, N° d’autorisation : 13-106 

Michel LUCCIANO, 

Alain BOUSSUGES, 

Karine AYME 

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Sous anesthésie générale, implantation sous contrôle stéréotaxique d’électrodes ou de sonde de micro 

dialyse, de canules d’injection dans des structures nerveuses sous corticales (ganglions de la base, noyaux 

thalamiques, ventricules …) (voir les protocoles sur les animaux) 


Administration de substances pharmacologiques sur animaux vigiles. Enregistrements de données électro 

physiologiques, électrochimiques, neurochimiques. 







-Reptiles : 


-Poissons : 


126

NEURON EXPERTS sas 

Responsable : Rémy STEINSCHNEIDER, PhD 

127

NEURON EXPERTS sas 

Responsable : Dr. Rémy STEINSCHNEIDER 


Neuron experts est une société de recherche (CRO) sous contrats en neurologie. Son activité 

est l'étude de nouvelles molécules dans des modèles cellulaires primaires pertinents et 

innovants de pathologies neurodégénératives, neuropathies périphériques, ou sclérose latérale 

amyotrophique inclues. L'hyperspécialisation de neuron experts est sa capacité à modéliser 

des maladies neuro-dégénératives à partir de primocultures de neurones issue d’embryons de 

rats et de souris. 


Neuron experts utilise des embryons de rats ou de souris entre 11 et 17 jours pour récupérer le 

système nerveux (DRG, moelle épinière, cortex) afin de les mettre en culture. 


Les femelles gestantes sont euthanasiées dans l’animalerie de l’IFR Jean Roche et les 

embryons sont récupérés dans les locaux de neuron experts en condition stérile. 

La technique d’euthanasie est une technique chimique avec un agent volatil le dioxyde de 

carbone avec une saturation progressive. 


Noëlle CALLIZOT, Directrice scientifique, Pharmacien et PhD, (Demande de transfert 

d’autorisation d’expérimenter de DDPP 67 en cours) 

Maude COMBES, Responsable du laboratoire, Ingénieur, inscrite à la formation Niveau 1 

(septembre 2012 sur Marseille, CNRS entreprise) 

Sylvain EINIUS, Technicien 

128





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Interventions 


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-Reptiles : 


-Poissons : 


130

LE PERSONNEL 

Liste des personnels autorisés à expérimenter 

64 personnes détentrices d’autorisation d’expérimenter sur les animaux 

vivants 

N° 

d’autorisation 

Date de début de 

validité 

131 

Date de fin de validité Chirurgie Renouvellemen 

t 

AUTOUR-BERNARD Anne 13-312 16 janvier 2007 15 janvier 2012 non 

BECQUET Denis 13-002 22 juillet 2009 21 juillet 2014 oui 

BELLAN-FRANCOIS Anne-Marie 13-197 22 juillet 2009 21 juillet 2014 non 

BOSLER Olivier 13-53 07 avril 2000 06 avril 2010 oui En cours 

BOUGIS Pierre 13-148 14 février 2008 13 février 2013 non 

CARLIER Edmond 13-153 06 mai 2008 05 mai 2013 non 

CASTETS Francis 13-224 03 février 2010 02 février 2015 non 

CEARD Brigitte 13-235 16 février 2005 15 février 2010 non En cours 

CHOULAMOUNTRY Kéodavanh 13-373 29 avril 2008 28 avril 2013 non 

CLERC Nadine 13-263 28 mars 2006 27 mars 2011 non En cours 

CREST Marcel 13-244 10 mai 2005 09 mai 2010 non 

DARGENT Bénédicte 13-119 14 février 2013 13 février 2013 non 

DEBANNE Dominique 13-145 20 octobre 2008 19 octobre 2013 non 

DELPIERRE Stéphane 13-46 03 février 2010 02 février 2015 non 

DE REGGI Lucien 13-306 27 décembre 2006 26 décembre 2011 oui 

DESPLAT-JEGO Sophie 13-294 14 novembre 2006 13 novembre 2011 non 

DEVAUX Jérôme 13-297 14 novembre 2006 13 novembre 2011 non En cours 

DJELLOUL Mehdi 13-486 31 octobre 2010 30 octobre 2015 non 

DUBRUC Franck 1 ère demande En cours 

DURAND-GORDE Joséee-Martine 13-194 31 mars 2010 30 mars 2015 non 

EL FAR Oussama 13-177 13 février 2009 12 février 2014 non 

ENJALBERT Alain 13-51 24 mars 2010 23 mars 2015 non 

Faivre-Sarrailh Catherine 13-79 15 mars 2010 14 mars 2015 non 

FERON François 13-249 31 octobre 2010 31 octobre 2015 oui 

FACHE Marie-Pierre 13-98 13 février 2008 12 février 2013 non 

GACKIERE Florian 13-460 29 mars 2010 28 mars 2015 non 

GAILLARD Olivier 1 ère demande En cours 

GERARD Corinne 13-103 13 juin 2006 12 juin 2011 non En cours 

GOAILLARD Jean-Marc 13-375 06 mai 2008 05 mai 2013 non 

HERMAN Jean-Paul 13-50 28 janvier 2010 29 janvier 2015 oui 

IBORRA Cécile 13-284 08 août 2006 09 août 2011 non En cours 

IBRAHIM El Cherif 13-252 14 mars 2006 10 octobre 2010 oui En cours 

JAMMES Yves 13-44 28 janvier 2010 27 janvier 2015 oui 

KESSLER Jean-Pierre 13-168 23 décembre 2009 22 décembre 2014 oui 

KHRESTCHATISKY Michel 13-316 30 janvier 2007 29 janvier 2012 non 

LEVEQUE Christian 13-184 25 février 2009 24 février 2014 non 

LONIGRO Aurélie 13-392 10 novembre 2008 09 novembre 2013 non 

LOTFI Ferhat 1 ère demande En cours 

MAINGRET François 1 ère demande En cours 

MARCHALANT Yannick 13-501 24 janvier 2011 23 janvier 2016 non 

MARCHOT Pascale 13-149 14 février 2008 13 février 2013 non 

MARTIN-EAUCLAIRE Marie-France 13-150 14 février 2008 13 février 2013 non 

MARTIN-MOUTOT Nicole 13-136 13 novembre 2007 12 novembre 2012 non 

MAZET Bruno 13-262 05 septembre 2011 16 septembre 2016 non 

MEKAOUCHE Mourad 13-122 17 avril 2007 16 avril 2012 oui 

MOLINO Yves 13-411 09 mars 2009 08 mars 2014 non

OSORIO Nancy 13-254 26 janvier 2011 25 janvier 2016 non 

PALET Delphine 13-403 06 janvier 2009 05 janvier 2014 non 

PAPANDREOU Marie-Jeanne 13-233 16 février 2005 15 février 2010 non En cours 

PENALBA Virginie 1 ère demande En cours 

RAMA Sylvain 1 ère demande En cours 

RASOLNJANAHARY Ramahefarizo 13-95 08 août 2006 07 août 2011 oui En cours 

RIVERA Santiago 13-308 09 janvier 2007 08 janvier 2012 non 

RODAT-DESPOIX Lise 13-365 11 mars 2008 10 mai 2013 non 

ROSTAIN Jean-Claude 13-106 06 juin 2011 05 juin 2016 oui 

RUF Jean 13-195 31 mars 2010 30 mars 2015 non 

SEAGAR Michael 13-415 11 mai 2009 10 mai 2014 non 

STEINBERG Jean-Guillaume 13-45 23 mars 2010 22 mars 2015 non 

STRUBE Caroline 13-211 04 novembre 2009 03 novembre 2014 non 

TELL Fabien 13-261 21 février 2006 20 février 2011 non En cours 

THIRION Sylvie 13-180 17 mars 2004 16 mars 2009 non En cours 

VALLEE Nicolas 13-309 09 janvier 2007 08 janvier 2012 oui 

132

Personnels ayant suivi une formation approuvée de 

NIVEAU II 

13 personnes 

Personnels affectés à 100% à l’animalerie 

FERNANDEZ Axel 

FINA Jean-Luc 

GOMEZ-FUENTES Christian 

MAZENQ Céline 

Personnels exerçant dans les laboratoires 

CAILLOL Ghislaine 

FERRACCI Géraldine 

CHARRAT Eliane 

JULLIEN Nicolas 

MORENO Mathias 

RAVAILH Sylvie 

RUEDA Fanny 

SANGIARDI Marion 

YOUSSOUF Fahamoe 

133

PROCEDURES DE FONCTIONNEMENT DE 

L’ANIMALERIE 

1 – Prise en charge des animaux à leur arrivée 

Les animaux proviennent essentiellement des trois fournisseurs principaux dont les 

coordonnées sont mentionnées dans un chapitre suivant : Elevage JANVIER, CHARLES 

RIVER LABORATORIES et HARLAN. Les commandes d’animaux sont faites 

directement par les laboratoires utilisateurs, une copie de la commande est envoyée à l’équipe 

de l’animalerie 7 jours avant la date de réception des animaux. Les animaux (souris, rats et 

cobayes) sont accompagnés d’une copie du contrôle sanitaire négatif. Ils sont livrés par les 

transporteurs respectifs de ces fournisseurs. Les transports sont effectués par des personnels 

sensibilisés et formés au transport des animaux. Les livraisons se font le mercredi et le jeudi 

en fonction des fournisseurs et toujours entre 9h00 et 11h00. A leur arrivée, les animaux sont 

immédiatement transférés dans des cages et adéquates et nourris et abreuvés. Ils sont ensuite 

inspectés et notés sur le registre. Les animaux sont transférés dans la pièce d’hébergement de 

destination. 

Il arrive que dans le cadre de collaborations nationale ou internationale entre équipes de 

recherche que l’animalerie reçoive des animaux provenant d’autres animaleries. Dans ce cas, 

un contrôle sanitaire négatif de moins de 3 mois est exigé. Le transport est assuré par un 

transporteur agrée. A leur arrivée, les animaux sont inspectés, transférés dans des cages 

adéquates nourris et abreuvés puis transférés dans la pièce de quarantaine au 4 ème étage du 

bâtiment B. Ils sont observés régulièrement pendant une période de 7 jours avant leur transfert 

dans la pièce d’hébergement de destination. 

2 – Alimentation est eau de boisson 

L’eau est la nourriture sont fournies ad libitum. L’eau est stérilisée par autoclavage pour les 

animaux de la zone A1+ (zone protégée). 

Les aliments distribués sont : A03, aliment standardisé rat souris élevage et 114 aliment 

standardisé cobaye élevage fournis par SAFE (route de Saint Bris Les Tremblats 89290 

AUGY) 

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Litière : Nous utilisons deux produits de chez SAFE en guise de litière : la Litière Plus 

Epicéa pour les rats et souris et les copeaux pour les cobayes. Pour améliorer le 

microenvironnement du cobaye, nous associons aux copeaux de bois du foin irradié. 

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144

3 – Plan de nettoyage et désinfection des installations 

a – La zone protégée A1+ 

La circulation dans cette zone est à sens unique du propre vers le sale. L’accès est restreint et 

les personnes qui y accèdent sont habillées en blouse, sur-chaussures et gants. L’aliment et 

l’eau distribués dans cette zone sont stérilisés par autoclavage. Le change de cage se fait une 

fois par semaine en général le lundi. 

Les cages, grilles, biberons et tétines sales sont lavés au lave-cage et lave-biberon puis 

autoclavés. L’autoclave est à double entrée ce qui permet de stocker le matériel stérile dans 

une zone propre de la zone A1+. 

Les pièces de cette zone sont nettoyées une fois par semaine (aspiration de la poussière et 

nettoyage au détergent : Surfanios ou Ecodion). La désinfection a lieu une fois par an en 

utilisant du HM4 en pulvérisation ou HM4 en One Shot. 

b – La zone conventionnelle 

L’aliment et l’eau distribués ne sont pas stériles. Le change de cage se fait une fois par 

semaine pour les souris et deux fois par semaine pour les rats. Les personnes qui accèdent à 

l’animalerie sont tenues de porter une blouse et des gants. 

Les cages, grilles, biberons et tétines sont lavés au lave-cage et lave-biberon puis stockés dans 

une zone propre de la laverie. 

Les cages des cobayes sont changées une fois par semaine. Les cages sont lavées dans la 

laverie du 4 ème étage. 

Les pièces de cette zone sont nettoyées une fois par semaine (l’aspiration de la poussière et 

nettoyage au détergent : Surfanios ou Ecodion). La désinfection une fois par an en utilisant du 

HM4 en pulvérisation ou HM4 en One Shot. 

c - La zone A2 

Cette zone et ventilée et climatisée par une CTA (climatisation et traitement d'air) et des 

filtres HEPA sont disposés en sortie. L’accès à cette zone est très restreint. Les personnes qui 

y accèdent sont habillées en blouse, sur-chaussures, gants et masque. Les animaux stabulés 

dans cette zone proviennent des deux zones de l’animalerie A1+ ou conventionnelle ou 

directement du fournisseur. Une fois ces animaux inoculés, ils ne sont manipulés que sous 

hotte. L’aliment et l’eau distribués ne sont pas stériles. Les litières usagées, les cages, les 

145

grilles, les biberons et les tétines ainsi que les cadavres d’animaux de cette zone sont 

autoclavés avant leur nettoyage pour le matériel ou leur élimination pour les cadavres et les 

litières. 

Le nettoyage de cette zone se fait une fois par semaine comme le reste de l’animalerie par 

contre la désinfection se fait à la fin de chaque protocole expérimental. 

d – Pièces d’expérimentations 

Les pièces de chirurgie, la pièce de réveil, la partie chronobiologie, les box comportementaux 

sont nettoyés en fonction de leur utilisation. Il arrive que les salles de chirurgie soient 

nettoyées une fois par jour. 

4 – Contrôle des conditions d’hébergement 

a - L’éclairage 

Toutes les pièces d’hébergement sont soumises à un éclairage artificiel avec une alternance 

jour/nuit de 12h de lumière et de 12h d’obscurité. L’intensité lumineuse est d’environ 150 lux 

b - Climatisation et ventilation 

La ventilation et la climatisation sont assurées par trois CTA (climatisation et traitement 

d'air). Le renouvellement d’air est effectué par ces CTA à raison de 15 volumes/heure. La 

température dans les différentes pièces de l’animalerie est constamment de 22+/-1°C. Nous 

avons installé dans chaque pièce d’hébergement un thermomètre hygromètre enregistreur. En 

plus de l’affichage des deux valeurs de température et d’hygrométrie, des valeurs sont 

relevées et enregistrées toutes les 15 minutes. Une fois par mois nous procédons au transfert 

des ces enregistrements sur l’ordinateur. 

La pièce d’hébergement rat ou souris B407 du 4 ème étage aile sud n’est pas gérée par les CTA 

mais elle bénéficie de deux climatiseurs réversibles (chaud et froid) d’une capacité de 5 kg 

chacun et d’un extracteur d’air. Tout récemment, nous avons mis en place une télésurveillance 

de la température qui consiste à installer dans une pièce de référence pour chacune des trois 

CTA, ainsi que dans la pièce d’hébergement rat ou souris du 4 ème étage, une sonde thermique. 

146

Ces sondes relèvent les valeurs de température toutes les 10 minutes. Ces valeurs sont 

consultables à tous moments sur un site internet. L’automate de télésurveillance permet de 

réagir à chaque écart de température par l’envoi de courrier électronique à l’entreprise chargée 

de la maintenance des CTA et aux responsables de l’animalerie. 

L’entretien et la maintenance des CTA sont assurés par l’entreprise SPIE pour l’Université de 

la Méditerranée 

5 – Procédures d’utilisation des salles de chirurgie 

Les deux salles de chirurgie ainsi que l’appareil d’anesthésie gazeuse sont mis à la disposition 

des utilisateurs de l’animalerie. Un système de réservation est mis en place sur un site internet 

interne aux différents laboratoires du site. Les deux salles de chirurgie ainsi que les 

interventions chirurgicales effectuées sont sous la responsabilité du vétérinaire responsable de 

l’animalerie qui veille à ce que les protocoles d’anesthésie, la gestion de la douleur et le réveil 

de l’animal se déroulent dans les meilleures conditions. 

6 – Les registres 

Nous utilisons 4 types de registres 

a – Registre de visite 

Nous avons disposé à l’entrée de l’animalerie un registre dans lequel sont notés nom, prénom, 

le laboratoire d’appartenance des personnes qui accèdent à l’animalerie avec l’heure d’arrivée 

et l’heure de départ. L’accès à l’animalerie est protégé par un digicode connu seulement des 

utilisateurs de l’animalerie. 

b – Registre d’entrées et sorties des animaux 

Nous avons disposé à l’entrée de l’animalerie un registre côté dans lequel les utilisateurs de 

l’animalerie notent de façon manuscrite leur nom, le laboratoire d’appartenance, l’équipe, la 

date, le N° de lot d’identification de l’animal qui sort, l’espèce, la souche, le sexe, le nombre 

d’animaux et la nature de la sortie. Dans ce registre sont notées aussi les entrées soit à l’issue 

d’un sevrage quand les animaux sont nés dans l’établissement ou lors d’achat d’animaux ou 

de transfert d’un autre établissement d’expérimentation. 

147

Les données du registre sont reportées une fois par semaine sur une base de données 

informatique conçue sur la base de FileMakerPro par Nicolas JULLIEN Ingénieur biologiste 

au CRN2M. 

148

Une fois les entrées et sorties de la semaine sont enregistrées un rapport est imprimé et 

archivé. Cette base est sécurisée et infalsifiables à partir du moment où le rapport est imprimé. 

Depuis peu et grâce à son concepteur, nous avons rentré dans la base de données les noms et 

les N° d’autorisation ainsi que la date de fin de validité d’autorisation des personnes 

autorisées à expérimenter. Ainsi, l’expérimentateur est informé par courrier électronique avec 

copie au responsable de l’animalerie 6 mois avant la date de fin de validité. 

c – Registre de soins 

Le responsable tient à jour un registre dans le quel sont consignés les résultats des différents 

contrôles sanitaires. Dans notre établissement, nous procédons à deux contrôles par an. Ils 

sont faits par le CDTA (Cryopréservation, Distribution, Typage et Archivage animal) CNRS à 

ORLEANS. 

d – Registre du médicament 

Conformément à l’arrêté de mai 2003, nous avons mis en place un registre du médicament 

côté. Le directeur de l’établissement a officiellement (lettre à la DDPP et à l’AFSSA) nommé 

Mourad MEKAOUCHE comme responsable du médicament. 

Le fournisseur des médicaments est une centrale d’achat de médicament vétérinaire : 

CENTRAT Lapalisse. Les médicaments sont notés à l’arrivée sur le registre. Ils sont disposés 

dans une boîte fermée à clé et disposé dans le réfrigérateur du laboratoire de transgénèse dans 

la zone A1+. 

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7 - Provenance des animaux 

a - Fournisseur agrée 

CHARLES RIVER LABORATORIES France 

Domaine des Oncins 

BP 0109 

69592 L’Arbresle cedex 

Tel : 04 74 01 68 03 

Fax : 04 74 01 69 94 

HARLAN 

ZI Le Marcoulet 

RN9 – BP 98 

03800 GANNAT 

Fax : 04 70 90 68 08 

Tel : 04 70 90 02 20 

ELEVAGE JANVIER 

Route des chênes secs – BP5 

53940 Le Genest-St-Isle 

Tel : 02 43 02 11 91 

Fax : 02 43 02 00 15 

THE JACKSON LABORATORY, 

600 main street 

Bar Harbor, ME 04609 

b- Production locale : reproduction 

RAT : 

Wistar 

Sprague Dawley 

SOURIS : Différentes lignées transgéniques et non transgéniques 

8 – Mesure de l’activité 

A la date du 16 novembre 2011, nous hébergeons dans l’établissement 28 cobayes, 267 rats 

et 2112 souris. 

En prévision des demandes d’hébergement d’animaux émanant des équipes de recherche et de 

plus en plus croissantes, nous souhaiterions ajouter à notre agrément la pièce B407 située au 

4 ème étage aile sud. 

Le tableau ci-dessous comporte le nombre d’animaux (souris, rats et cobayes) produits et 

utilisés dans notre établissement pour deux périodes : du 01 janvier 2010 au 31 décembre 

2010 et du 01 janvier 2011 au 17 novembre 2011. 

Ce tableau ne comporte pas le nombre d’animaux achetés. 

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animaux 

produits 

De 01/01/10 au 31/12/10 3682 

De 01/11/11 au 17/11/11 4941 

Souris Rats Cobayes 

Animaux animaux Animaux animaux Animaux 

utilisés produits utilisés produits utilisés 

5026 1529 2736 20 26 

4929 1170 1873 42 17 

9 - Elimination des cadavres 

Jusqu’à aujourd’hui, l’élimination des cadavres d’animaux est assurée par 

ACINE-VET 

Quartier Mazargues 

13120 Gardanne 

Tel : 04 42 51 20 30 

Fax : 04 42 65 85 24 

A partir du 1 er janvier 2012, l’élimination des cadavres sera assurée par : 

SARVAL Sud-Est 

Site de Bayet Les BOUILLOTS 

F – 03500 Bayet 

Tél : + 33 (0) 4 70 45 32 93 

Fax : + 33 (0) 4 70 45 58 07 

Les litières sont éliminées sous forme de déchets biologique par l’entreprise TEP 

10 - Vétérinaire référent 

Mourad MEKAOUCHE, docteur en Médecine Vétérinaire, docteur d’Université 

spécialité Physiologie, ingénieur de recherche CNRS et responsable de 

l’animalerie. 

11 – Transport d’animaux 

Il nous arrive de faire appel à un transporteur agrée pour envoyer des animaux au CDTA à 

Orléans pour le contrôle sanitaire : 2 fois par an. Dans ce cas, nous nous adressons à ATS. 

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ANIMAUX TRANSPORTS SERVICES (ATS) 

350 Boulevard Michelet 

Le Chambon 

13009 Marseille 

12 – Mise en place d’un site internet de l’établissement 

Un site internet à accès restreint est mis à la disposition des utilisateurs de l’animalerie. Ces 

derniers peuvent réserver les salles de chirurgie et l’appareil d’anesthésie gazeuse. Des 

informations sont mises en ligne telle que le lien pour s’inscrire aux différentes formations 

réglementaires à l’expérimentation animale, les démarches de demande ou de renouvellement 

d’autorisation d’expérimenter, le document de saisine pour le comité d’éthique régional… 

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Neurophysiologie de Marseille (CRN2M) UMR6231 Equipe 2

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