L'examen de l'œil et de ses annexes - Safari Tanzanie

L’examen de l’œil
et de ses annexes

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Dossier Ophtalmologie
Examen de l’œil et de ses annexes
Avant-propos 3
1. Introduction 5
2. Examen de l'œil et de ses annexes 7
2.1. Généralités 8
2.2. Examen de l'œil à l'œil nu 8
2.3. Exploration de la vision, recherche des réflexes oculaires 12
2.4. Conditions de l'examen instrumental de l'œil et des ses annexes;
usage des consommables 15
2.4.1. Equipement de base 15
2.4.1.1. Matériel 15
2.4.1.2. Produits, consommables 28
2.4.2. Equipements spécialisés 33
2.4.2.1. Le biomicroscope 33
2.4.2.2.L'ophtalmoscope indirect 35
2.4.2.3.Le verre à gonioscopie 38
3. Planches 41
3.1. Planche n°1 42
3.2. Planche n°2 43
3.3. Planche n°3 44
4. Fiche d’examen ophtalmologique 45
Dossier technique ophtalmologie 1 septembre 2006

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Dossier technique ophtalmologie 2 septembre 2006

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Avant-propos
Centravet édite régulièrement des dossiers techniques
pour vous guider dans certains domaines où la
technicité prend toute son importance.
Le « Dossier Technique Ophtalmologie » traite de
l’examen de l’œil en général et des différents matériels
de base ou spécialisés pour le réaliser.
Il a été réalisé en collaboration avec le
Dr Gilles Chaudieu, Vétérinaire à Chamalières.
Ce document n’est pas un mode d’emploi.
Nous espérons simplement qu’il sera d’une bonne et
large information et qu’il sera une précieuse aide dans
votre pratique journalière.
Si vous avez besoin de précisions sur certains points,
n’hésitez pas à nous questionner à l’adresse suivante :
materiel@centravet.fr , nous nous ferons un plaisir de
vous répondre sous quelques jours.
Dossier technique ophtalmologie 3 septembre 2006

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Dossier technique ophtalmologie 4 septembre 2006

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1. Introduction
Dossier technique ophtalmologie 5 septembre 2006

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Les références relatives aux connaissances de base en ophtalmologie ne manquent pas
dans la littérature vétérinaire : est-ce bien utile d’ en ajouter encore une ?
Ces quelques pages on une ambition modeste : elles ne constituent ni un précis, ni un
manuel d’ophtalmologie.
Elles ont cependant des objectifs spécifiques :
- présenter très simplement un certain nombre d’éléments destinés à faciliter la
consultation ;
- guider les choix du praticien dans l’acquisition du matériel de diagnostic et de
consommables ;
- répondre efficacement aux attentes du vétérinaire en adaptant son investissement
matériel au niveau d’exercice souhaité.
Pour réussir dans cette entreprise, il paraissait logique d’associer la pratique de la discipline et
la logistique d’une centrale de distribution : c’est pour cette raison que j’ai répondu à la
demande formulée par Centravet, qui désirait proposer aux confrères, dans le domaine de
l’ophtalmologie, un service supplémentaire en sémiologie et propédeutique, et
complémentaire par rapport au simple catalogue des références disponibles.
La réalisation de ce document a été facilitée par l’aimable autorisation des Editions de
l’Encyclopédique Médico-Chirurgicale, du Point Vétérinaire et de PMCAC, qui ont autorisé la
reproduction des illustrations déjà publiées dans leurs ouvrages ou revues.
Bonne lecture à tous !
Gilles Chaudieu
Docteur Vétérinaire, praticien à 63400-Chamalières
CES d’Ophtalmologie, Diplomate ECVO
Dossier technique ophtalmologie 6 septembre 2006

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2. Examen de l’œil et de ses annexes
Dossier technique ophtalmologie 7 septembre 2006

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2.1. Généralités :
Le recueil d’éléments pouvant orienter les conclusions de l’examen oculaire est le
préalable indispensable à toute consultation ophtalmologique :
� âge, sexe et race de l’animal,
� motif de la consultation,
� antécédents pathologiques de l’animal,
� circonstances d’apparition des signes motivant la consultation,
� traitements déjà mis en place.
La consultation d’ophtalmologie n’est pas dissociable de l’examen général, car des
signes oculaires secondaires sont à rechercher :
� susceptibles d’être liés à une maladie générale : la prise de température,
l’auscultation, la palpation (abdomen, nœuds lymphatiques, articulations)
doivent toujours précéder l’examen des yeux ;
� susceptibles d’être liés à une atteinte de voisinage : infections et inflammations de
la peau des paupières, de l’oreille, des glandes salivaires…
2.2. Examen de l’œil à l’œil nu :
Comme l’anamnèse et l’examen général de l’animal, ce temps précède obligatoirement
l’examen instrumental de l’œil.
Il s’effectue dans une pièce éclairée.
De simples observations effectuées avant d’explorer la vision et de réaliser instrumental sont
déjà riches d’enseignements.
Les fentes palpébrales doivent être symétriques, ouvertes (leur fermeture traduit une douleur,
Figure 1) ; leur forme, notamment sur les bords doit rester régulière : pas de zones en relief,
(tumeurs, papillomes, orgelet, chalazion, dermoïde…) ni de fissure des bords palpébraux
(plaie, colobome) (Figure 2), pas d’enroulement (entropion) (Figure 1), pas d’éversion
(ectropion), pas de ptose de la paupière supérieure…
La fréquence de clignements est assez difficile à évaluer, mais un peu d’habitude rend son
appréciation réalisable : beaucoup de clignements sont bilatéraux chez les carnivores (85%
chez le chien, 70% chez le chat), unilatéraux chez le cheval (30% de bilatéraux seulement),
leur fréquence varie selon les espèces (15 à 25 en 5 mn pour le chien, 1à 5 pour le chat, 25
pour le cheval).
Figure 1 – Chiot Shar Pei âgé de 3 semaines :
entropion spastique (blépharospasme)
Figure 2 – Retriever Golden âgé d’un an : dermoïde
conjonctivo-palpébral et colobome palpébral
Dossier technique ophtalmologie 8 septembre 2006

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Le débordement des larmes par dessus le bord de la paupière inférieure se traduit par une
souillure au canthus palpébral interne (Figure 3) : l’épiphora est la conséquence soit d’une
hyperproduction de larmes (rarement), soit d’un obstacle à leur écoulement (fréquent).
La couleur normale des conjonctives est rosée : elles sont anormalement pâles lors d’anémie,
congestionnées (hyperhémie avec augmentation du calibre vasculaire et œdème plus ou
moins net souvent bien marqué chez le chat) (Figure 3) lors d’inflammation et leur couleur est
alors à confronter à celle de la muqueuse buccale pour savoir très simplement s’il s’agit
strictement ou non d’une conjonctivite, avant l’instillation d’une goutte de collyre
Néosynéphrine 10%® qui fait disparaître l’hyperhémie en quelques secondes si elle est
strictement conjonctivale.
Un aspect terne, la présence de chassies ou de muco-pus dans les culs de sac conjonctivaux
doivent inciter à mesurer la sécrétion lacrymale (Figure 4). Les conjonctives peuvent être le
siège de tumeurs.
Figure 3 – Cheval de selle français agé de 10 ans, œil
gauche : ulcère cornéen épithélial à bords décollés
avec épiphora au canthus médial et hyperhémie
conjonctivale (noter l’aspect des vaisseaux de la
conjonctive palpébrale supérieure)
Figure 4 – Cocker anglais âgé de 7 ans, kératoconjonctivite
sèche : noter la présence de muco-pus
séché qui souille les bords palpébraux, l’aspect terne et
la néo- vascularisation superficielle de la cornée.
Dossier technique ophtalmologie 9 septembre 2006

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Le bord libre de la membrane nictitante est régulier : il peut être le siège de plaies linéaires
(griffes de chat), de déformations (éversion, inversion, luxation de la glande lacrymale
accessoire chez de jeunes chiens, infiltration lympho-plasmocytaire lors de kératite
superficielle chronique). La membrane nictitante peut faire procidence sur le globe oculaire
en cas de douleur (rechercher un corps étranger végétal à sa face interne),
mécaniquement (exophtalmie) (Figure 5), lors de paralysie orthosympathique (en principe
unilatérale, associée à une ptose de la paupière supérieure et au myosis dans le syndrome
de Claude Bernard-Horner). La conjonctive nictitante peut exprimer les mêmes signes
cliniques que celle des paupières ou du globe.
Figure 5 – Epagneul breton âgé de 5 ans , uvéite et
mucolèle traumatique par projectile (plomb chasse) : la
douleur se traduit par une procidence de la membrane
nictitante hyperhémiée ; une exophtalmie et un
strabisme dorso-latéral modérés sont présents en
rapport avec la mucocèle.
Le globe oculaire peut avoir un volume diminué (microphtalmie) ou augmenté (buphtalmie)
(Figure 7) ; sa position dans le globe peut être modifiée : globe enfoncé dans l’orbite
(énophtalmie) ou faisant saillie hors de l’orbite (exophtalmie, exorbitation traumatique)
(Figure 6).
Par rapport à l’axe orbitaire, l’axe visuel de l’œil peut être dévié : on parle alors de strabisme
(Figure 8), que l’on peut apprécier très simplement par une source lumineuse ponctuelle
dont on observe le reflet cornéen focalisé à distance équivalente de l’angle externe et de
l’angle interne de la fente palpébrale : le sens de son déplacement indique celui du
strabisme. Si le mécanisme normal de coordination des mouvements des globes oculaires est
déréglé, ceux-ci sont agités de mouvements involontaires et rythmiques qualifiés de
nystagmus dont l’origine nerveuse est périphérique (système vestibulaire) ou centrale (lésion
cérébelleuse, atteinte du faisceau longitudinal médial).
Figure 7 – Dogue allemand arlequin : buphtalmie
congénitale consécutive à un glaucome primaire ;
noter l’augmentation du diamètre cornéen et la néovascularisation
cornéenne associés.
Figure 6 – Cavalier King Charles Spaniel âgé de 4 ans :
exophtalmie traumatique grave (exorbitation du globe
oculaire droit) par morsure d’un congénère (noter la
sécheresse cornéenne liée à l’absence de clignements
palpébraux)
Figure 8 – Chiot Epagneul japonais âgé de 6 semaines :
strabisme ventro-latéral lié à l’hydrocéphalie
Dossier technique ophtalmologie 10 septembre 2006

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La sclère n’est pas facile à examiner mais son
inflammation (sclérite, épisclérite) (Figure 9) ou
la présence de tumeurs de voisinage (tumeur des
corps ciliaires, mélanome épibulbaire) se
traduisent par une déformation de celle-ci
souvent repérable à l’œil nu.
Figure 9 – Shih Tzu âgé de 5 ans, épisclérokératite : noter
l’hyperhémie conjonctivale, la congestion des vaisseaux
épiscléraux qui apparaissent sinueux, la perte de
transparence cornéenne périphérique (inflammation
stromale et néo-vascularisation superficielles).
Les anomalies de taille (microcornée, mégalocornée) (Figure 7), de forme (déformation
conique ou globoïde lors d’œdème cornéen profond, plaies), d’aspect (terne en absence
de larmes) (Figure 4), de couleur (perte de transparence liée à l’œdème stromal,
pigmentation superficielle mélanique, infiltrats lipidiques ou calciques blancs, néovascularisation
limbique) (Figure 9) peuvent dans certains cas être remarquées sans l’aide
d’instruments éclairants ou/et grossissants.
Des hémorragies, du pus (hypopion), des tumeurs ou des
kystes de l’iris sont parfois directement visibles dans la chambre
antérieure, l’inflammation de l’iris (iritis) (Figure 10) se traduisant
par une modification de la couleur de ce dernier directement
repérable par comparaison avec celle de l’iris contro-latéral.
Figure 10 – Chat européen âgé de 3 ans, iritis : noter l’aspect terne de l’iris
et la turbidité de la chambre antérieur (présence de fibrine, effet Tyndall)
Les modifications de transparence (sclérose
sénile marquée, cataracte évoluée intéressant
la totalité –nucléocorticale- de la lentille) ou de
position (luxation antérieure responsable d’un
œdème de cornée central ou légèrement
déplacé ventralement) du cristallin, avant un
examen instrumental détaillé, sont souvent
repérables à l’œil nu (Figure 11).
Figure 11 – Basset Griffon vendéen âgé de 6 ans : luxation antérieure du cristallin droit cataracté avec glaucome
secondaire (noter la congestion des vaisseaux épiscléraux et la déformation « en cuvette » de l’iris).
Dossier technique ophtalmologie 11 septembre 2006

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2.3. Exploration de la vision, recherche des réflexes oculaires :
L’étude du comportement visuel de l’animal est un temps essentiel trop souvent négligé.
Il est à apprécier en luminosité normale, en luminosité faible sur un simple parcours qui peut
être réalisé :
au cabinet à l’aide d’obstacles improvisés (quelques chaises disposées dans un
couloir),
à l’extérieur en milieu inconnu pour un cheval par exemple.
Cette épreuve est complétée par :
l’étude de la façon dont l’animal suit un objet du regard (boule de coton que l’on fait
tomber devant lui, balle de mousse qu’on lance ou fait rouler devant lui),
la recherche du placer visuel : si on approche ses antérieurs du bord d’une table, un
chien ou un chat aveugles ne les lèveront pas avant qu’ils aient touché le bord de la table.
La réponse à la menace et les réflexes oculaires permettent d’apprécier la fonction visuelle
(sensorielle), de tester les structures oculaires sensibles (sensitives), de vérifier l’intégrité de la
composante neuro-végétative parasympathique de la motricité pupillaire.
La réponse (ou clignement) à la
menace (Figure 12) est testée sur chaque
œil séparément, en réalisant sans
déplacement d’air un mouvement de
menace de la paume de la main en
direction de l’œil à tester, l’œil
controlatéral (adelphe) étant caché par
l’autre main.
Ce geste déclenche un clignement
palpébral, parfois un mouvement de recul
de la tête ; son absence révèle une
cécité, sauf chez de jeunes animaux
(avant l’âge de 2 ,5 à 3 mois chez les
Carnivores domestiques) chez qui elle
n’est pas informative : on préfère alors la
boule de coton ou la balle de mousse.
Ce test n’est pas informatif si les milieux
transparents de l’œil sont très opacifiés, ou
si une atteinte des voies afférentes
sensitives (rétine, nerfs II et V, bandelettes
optiques, corps genouillé latéral, radiations
optiques), des centres (cortex occipital,
noyau du nerf VII), des voies efférentes
(nerf VII) est présente.
Figure 12 – Réflexe de clignement à la menace
(d’après Barnett)
Dossier technique ophtalmologie 12 septembre 2006

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Le réflexe d’éblouissement (ou à l’éclair lumineux) : la stimulation lumineuse de l’œil
par une source lumineuse puissante et ponctuelle entraîne un clignement palpébral même si
les milieux transparents de l’œil sont opaques, même si l’animal est anesthésié, à condition
que la rétine, le nerf II, le tractus optique, les collicules rostraux et le tectum mésencéphalique
soient fonctionnels, et dans les mêmes conditions d’intégrité du nerf VII que pour la réponse à
la menace.
Les réflexes palpébraux et cornéens sont déclenchés respectivement par
attouchement des surfaces cornéenne et palpébrale et se traduisent par un clignement de
paupière : les voies afférentes, les centres et les voies efférentes sont :
� pour le réflexe palpébral : les branches ophtalmique (paupière supérieure) et
maxillaire (paupière inférieure) du nerf V, les noyaux pontin du nerf V et bulbaire du
nerf VII, le nerf VII ;
� pour le réflexe cornéen : la branche naso-ciliaire du nerf V, les noyaux pontin du nerf
V et bulbaire du nerf VII, les nefs V et VI. Sans s’assurer de l’intégrité du nerf VII, il n’est
pas possible d’être certain de celle des voies sensorielles.
Les réflexes pupillaires directs et
indirects (Figure 13) sont difficiles à mettre en
évidence chez des animaux jeunes ou
effrayés et doivent être recherchés à l’aide
d’une source lumineuse puissante,
ponctuelle, d’intensité constante pour
apprécier la vitesse et l’intensité de la
contraction pupillaire d’un œil à l’autre.
Ils sont successivement appréciés sur chaque
œil, le réflexe indirect (ou consensuel)
s’expliquant par la décussation des fibres du
nerf optique et les communications existant
entre les noyaux pré-tectaux et
parasympathiques.
Les voies afférentes sont la rétine, le nerf II, le
tractus optique, le collicule rostral ; les centres
se composent des noyaux parasympathiques
et pré-tectaux, les voies efférentes des fibres
pré-ganglionnaires et post-ganglionnaires du
nerf oculomoteur parasympathique (trajet du
III) avec un relais au ganglion ciliaire : les
fibres post-ganglionnaires innervent le muscle
sphincter de l’iris, dont l’atrophie est
fréquente chez certains chiens âgés de
petite race (Caniche, Lévrier Whippet, Petit
lévrier italien), ce qui se traduit par une
absence ou un défaut de contraction pupillaire.
Figure 13 – Réflexe pupillaires photomoteurs
(d’après Barnett)
Dossier technique ophtalmologie 13 septembre 2006

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Les réflexes photomoteurs n’explorent pas complètement la vision, dont seules les voies
basses (rétine, nerf II, tractus optique) sont testées.
Bien qu’amoindris, ils persistent souvent longtemps lors de la dégénérescence de la
neurorétine.
Les variations de diamètre pupillaire et les diverses possibilités de réponses lors de
recherche des réflexes photomoteurs sont présentées dans le Tableau 1 ci dessous.
Lieu de lésion (en
supposant une
lésion complète)
Rétine, lésions
bilatérale (type
dégénérescence
héréditaire)
Rétine, lésion
unilatérale droite
Pupille Vision
Réponse pupillaire
A la recherche du réflexe photomoteur
Direct Indirect
OD OG OD OG OD OG OD OG
mydriase plus
ou moins
marquée
mydriase plus
ou moins
marquée
mydriase plus
ou moins
marquée
abolie Abolie
normale Abolie normale
Chiasma optique mydriase mydriase abolie abolie
Bandelettes
optiques, lésion
droite
Radiations
optiques, lésion
droite
Cortex occipital,
lésion droite
Corps genouillé
externe, lésion
droite
Noyau
parasympathiques
du III, lésion
bilatérale
légère
mydriase
normale
normale normale
normale normale
normale normale
normale ou
diminuée
normale ou
diminuée
normale ou
diminuée
normale ou
diminuée
mydriase mydriase normale normale
Tableau 1 – Réponses pupillaires à la recherche du réflexe photomoteur
pas ou peu
de réponse
pas ou peu
de réponse
pas de
réponse
pas ou peu
de réponse
normale
pas de
réponse
pas ou peu
de réponse
pas ou peu
de réponse
pas de
réponse
Dossier technique ophtalmologie 14 septembre 2006
pas ou peu
de réponse
normale
pas de
réponse
normale normale normale normale normale
normale normale normale normale normale
normale normale normale normale normale
normale normale normale normale normale
pas de
réponse
pas de
réponse
pas de
réponse
pas de
réponse

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2.4. Conditions de l’examen instrumental de l’œil et de ses annexes ; usage
des consommables :
Un certain nombre de conditions doivent être remplies pour réaliser un examen oculaire
correct.
Concernant le matériel, nous ne mentionnerons pas l’angiographe, l’échographe, et
l’électrorétinographe qui relèvent de la pratique spécialisée de l’ophtalmologie ; nous
distinguerons deux types d’équipement :
un équipement « de base » absolument nécessaire à l’examen de l’œil et de ses
annexes ;
un équipement « additionnel » permettant des investigations plus poussées donc un
diagnostic plus sûr, dont le praticien intéressé par l’ophtalmologie pourra faire l’acquisition.
2.4.1. L’équipement de base :
2.4.1.1. Matériel :
Un système
d’obscurcissement de la salle
d’examen : des volets roulants
extérieurs ou des stores
intérieurs suffisamment
opaques aux rayons lumineux
pour réaliser l’examen de l’œil
en ambiance assombrie ;
Une source lumineuse
ponctuelle et puissante : elle
permet la mise en évidence
des réflexes photomoteurs et
d'éblouissement, la mise en
évidence des images de
Purkinje-Sanson sur la cornée et
Figure 14 : images de Purkinje-Sanson
1 : première image cornéenne droite.
2 : deuxième image cristallienne droite (cristalloïde antérieure)
3 : troisième image cristallienne renversée (cristalloïde postérieure)
les capsules antérieure et postérieure du cristallin (Figure 14) particulièrement utiles pour
apprécier un déplacement intraoculaire du cristallin lors de luxation (Tableau 2).
Figure 15 – Lampe Stylo LAM057 Figure 16 – Transilluminateur de Finoff
TRA720 en 2,5 V et TRA721 en 3,5 V
Références matériel : Lampe stylo (Figure 15) pour examen de l’œil ou mieux
Dossier technique ophtalmologie 15 septembre 2006

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Transilluminateur de Finoff (Figure 16).
Cornée
Sub-luxation normale
Luxation en
place
(vers l’avant)
Luxation
antérieure
Luxation « à
cheval »
Luxation
postérieure
normale ou
quelquefois
léger œdème
diffus
- oedème de
contact central
fréquent
- néovascularisation
possible
normale ou
œdème diffus
et néovascularisation
possibles
normale ou
œdème et
néovascularisation
dans les cas
anciens ou
évolutifs
Chambre
antérieure
profondeur
conservée ou
augmentée,
parfois
légèrement
diminuée en
bas
profondeur
diminuée en
région centrale
cristallin dans la
chambre
antérieure
profondeur
diminuée
profondeur
normale ou
augmentée
Tableau 2 – Aspects de la luxation du cristallin
Iris et
Pupille
- croissant
aphaque
(après
dilatation au
mydryaticum)
- iridodonesis
- iris bombé
vers l’avant en
zone pupillaire,
plat en zone
cilaire
- iridodonesis
- iris repoussé
vers l’arrière
(en cuvette)
- mydriase
fréquente.
- irido-cyclite
fréquente
- iridodonesis
- pupille
irrégulière
(ovalisée)
- croissant
aphaque
- iridocyclite
fréquente
mydriase et
iridocyclite
possibles
Pourtour de l’iris
déchiré (uvéite
récidivante)
Un système de grossissement :
Cristallin
et zonule
- sub-luxation
vers le bas.
- cristallin le plus
souvent normal
- débris de
zonules visibles
après dilatation
- cristallin
souvent normal
- périphérie du
cristallin visible
en totalité ou
non après
dilatation au
mydryaticum.
cristallin normal
ou quelquefois
catarcté
(affections
congénitales,
uvéite, maladie
de la zonule
- cristallin
normal ou
cataracté
(uvéite)
- zonule visible
- cristallin
basculé dans le
vitré liquéfié,
visible à l’oei
nu.
- souvent
cataracté.
L’avantage d’une paire de lunettes loupes est qu’elle
pourra aussi être utilisée en chirurgie.
Le point délicat est de trouver le bon compromis entre le
grossissement, le champ visuel, la distance de travail et le
poids de l’instrument, sachant que les normes dans ces
domaines sont les suivantes :
Images de
Purkinjesanson
- 2 e et 3 e
images
rapprochées
de la première
- 2 e image
souvent
absente.
2 e et 3 e images
absentes
� un grossissement 2,5 correspond à 130 mm de
diamètre de champ visuel, 420 mm de distance de
travail, 42 g de poids instrumental ;
� un grossissement de 4 correspond à 340 mm, 50
mm, 78g.
La préférence pour une paire de lunettes loupes « tous
usages » va, à notre sens, au grossissement 2,5.
Tension
oculaire
normale ou
légèrement
augmentée
normale ou
augmentée
fortement
augmentée
augmentée
ou normale
normale ou
augmentée
Dossier technique ophtalmologie 16 septembre 2006
Oeil
rouge si uvéite
ou
augmentation
de la tension
oculaire
rouge si uvéite
ou
augmentation
de la tension
oculaire.
rouge
(glaucome)
rouge (uvéite)
rouge si uvéite
ou glaucome
complexe.
Vitré liquéfié
Figure 17 – Lunettes loupes Heine HR 2,5x420
sur bandeau léger

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Un micro-spot halogène peut être couplé à ces lunettes-loupes.
Références matériel : Lunettes-loupes Heine HR
2,5X420 (Figure 17), Micro-spot Heine pour
lunettes-loupes (Figure 18).
Un ophtalmoscope direct :
Cet instrument se compose :
� d’une source d’énergie disposée dans le manche de l’ophtalmoscope, reliée à la
tête de celui-ci par un rhéostat : il faut préférer la batterie avec chargeur aux piles
car on est sûr d’avoir toujours la même intensité lumineuse au même réglage ;
� d’une tête composée d’un orifice de
visée monoculaire et d’un disque mobile
qui permet d’interposer devant celui-ci
des lentilles convexes (+) ou concaves (-)
(Figure 19); les faisceaux lumineux émis
sont de deux diamètres au choix, peuvent
être munis d’un filtre bleu (la lumière bleue
de longueur d’onde 440 nm excite la
fluorescéine qui émet une lumière jaunevert)
ou vert anérythre (les vaisseaux
sanguins sont alors vus noirs sur fond vert),
ou de grilles permettant de préciser la
topographie d’une lésion (assez
théorique). L’éclairage en fente est
possible (Figure 19) mais manque de
puissance sur ce type d’appareil pour
pouvoir être exploité.
Le faisceau lumineux émis par la tête
d’ophtalmoscope est réfléchi par le fond d’œil et
renvoyé à l’observateur qui examine ce dernier
ou une autre structure au travers de l’orifice de
visée.
Figure 18 – Micro-spot Heine pour lunette loupe
Figure 19 – Ophtalmoscopie directe (d’après Severin)
A – principe
B – disque mobile avec lentilles
C – disque mobile avec différentes ouvertures et
filtres
Le rhéostat est réglé en position moyenne et l’œil de l’examinateur est approché à 15-30 cm
de l’œil examiné, le faisceau lumineux étant centré sur la pupille.
Les opacités éventuelles des milieux transparents de l’œil sont recherchées en faisant varier
les lentilles du disque mobile.
Dossier technique ophtalmologie 17 septembre 2006

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Pour observer le fond d’œil, l’ophtalmoscope est approché de la cornée (Figure 20), réglé sur
le diamètre lumineux le plus large, et l’intensité lumineuse est peu à peu augmentée.
Figure 20 – Examen du fond de l’œil en ophtalmoscopie directe
Références matériel : ophtalmoscope Heine
sur accus avec chargeur (1 poignée avec
batterie, 1 tête ophtalmoscope Beta 200, 1
ampoule de rechange, 1 chargeur NT200)
(Figure 21).
Figure 21– Ophtalmoscope direct Beta 200 Heine
et son chargeur
Dossier technique ophtalmologie 18 septembre 2006

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Les avantages de l’ophtalmoscopie directe sont :
Une image droite agrandie, une utilisation possible pour localiser des opacités du segment
antérieur,un examen simple de réalisation demandant un apprentissage technique initial
limité,un coût matériel peu élevé.
Les inconvénients de l’ophtalmoscopie directe sont :
Une difficulté d’examen du fond d’œil liée à l’intensité du faisceau lumineux lorsque les
milieux transparents antérieurs sont troubles, des déformations importantes du faisceau
lumineux dans les milieux transparents liés à la limitation du champ d’observation,
l’observation d’une petite surface de rétine (10° d’angle de vision, soit deux à quatre
diamètres papillaires), un examen délicat si l’animal est agressif.
Un tonomètre :
Deux types de techniques, donc d’appareils sont surtout utilisés pour mesurer la pression
intraoculaire (PIO) :
� La tonométrie par indentation (Figure 22).
L’appareil actuellement disponible pour mettre
en œuvre cette technique est le tonomètre de
Schiötz :
- il est tenu d’une main par ses ergots et la base
concave de son pied cylindrique, dans lequel
coulisse un piston (poids de 5,5 g, petite
rondelle à visser), est appliqué verticalement
au centre de la cornée préalablement
anesthésiée (anesthésie topique au collyre à la
Tétracaïne) du chat ou du chien dont le
museau est maintenu vertical et les paupières
sont doucement rétractées de l’autre main
sans exercer de pression (on peut utiliser
l’appareil chez le cheval en décubitus latéral).
Plus l’œil est mou et plus le rayon de courbure
cornéen est grand, plus le piston déprime la
surface cornéenne : par son extrémité
supérieure, il agit sur un système amplificateur
qui déplace une aiguille-index sur un cadran
gradué dont chaque graduation (1 mm)
correspond à 0,05 mm d’indentation.
On peut ajouter au piston des poids
additionnels pour porter son poids total à 7,5 g
et 10 g, la fiabilité maximale se situant entre les
graduations 4 et 8 pour un poids de 5,5 g selon
Severin, 5 et 10 selon notre expérience : au
delà de 7, on peut refaire une mesure sans
poids additionnel ; entre 0 et 5, il faut utiliser
les poids additionnels (7,5 g), puis 10 g si
besoin pour refaire la mesure.
Figure 22– Tonomètre par indentation.
NB – Le tonomètre de Schiötz Comberg n’est plus disponible sur
le marché)
Dossier technique ophtalmologie 19 septembre 2006

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Lors d’hypertension oculaire importante (glaucome aigu, résultat entre 0 et 3), on utilise
d’emblée le poids de 10 g compte tenu de l’augmentation importante de la rigidité
cornéenne.
Les valeurs « moyennes » normales de PIO données par le fabricant vont de 15 à 20 mm Hg :
elles sont obtenues par des tables de conversion entre graduations et valeurs de la PIO selon
le poids utilisé (5,5 g, 7,5 g ou 10 g) valables pour l’homme ; les valeurs de PIO en mm Hg
correspondantes au repérage sur le quadrant gradué sont comprises entre 12 et 24 pour le
chien, 12 et 26 pour le chat, 14 et 22 pour le cheval si on utilise les tables de conversion
humaines fournies avec l’appareil (selon Severin).
Si on utilise des tables de conversion spécifiques pour chien et chat (Tableaux 3 et 4), on
obtient 15 à 28 mm Hg pour le chien, 16 à 30 pour le chat (selon Severin), 17 à 25 pour le
chien et 15 à 30 pour le chat selon notre expérience, voire entre 25 et 30 pour des chiens de
petite race à faible rayon de courbure cornéen.
Le tonomètre doit être testé avant usage sur son bloc convexe d’essai, l’aiguille-index doit
être alors à la graduation 0 sur le cadran, sinon l’étalonnage doit être ré-effectué.
On considère qu’une mesure est fiable si une même valeur (ou des valeurs très voisines) est
(sont) obtenue(s) en la répétant trois fois.
Les avantages de cet appareil sont :
- un faible coût d’achat,
- la facilité de stérilisation (dans sa boîte au Trioxyméthylène).
Ses inconvénients sont les suivants :
- un manque de précision souvent cité dans la littérature (inconvénient très relatif à notre
sens),
- des erreurs de mesure liées à la contention de l’animal (indocilité du patient, verticalité
imparfaite de la tête, traction exagérée sur les paupières),
- des erreurs de mesure liées à un nettoyage insuffisant de l’appareil (il doit être nettoyé
après chaque usage, faute de quoi les résidus après séchage du mucus ou des larmes qui
remontent par capillarité dans le cylindre exercent des forces de frottement sur le piston).
Référence matériel et
consommable : tonomètre
oculaire de Schiötz (Figure 23),
collyre Tétracaïne.
Figure 23– Tonomètre de Schiötz
Dossier technique ophtalmologie 20 septembre 2006

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Tableau de conversion pour l’usage du tonomètre de Schiötz chez le chien
(d’après G. Severin)
Lecture sur l’échelle
du tonomètre
PIO (mm Hg)
Poids de 5,5 g
PIO (mm Hg)
Poids de 7,5 g
PIO (mm Hg)
Poids de 10 g
0,5 46 61 75
1,0 44 59 73
1,5 43 56 70
2,0 40 53 66
2,5 33 47 61
3,0 26 40 55
3,5 23 35 49
4,0 21 32 44
4,5 20 29 41
5,0 19 27 38
5,5 18 26 36
6,0 17 24 33
6,5 16 23 31
7,0 15 22 30
7,5 20 28
8,0 14 19 27
8,5 13 25
9,0 18 24
9,5 12 17 23
10,0 16 22
10,5 11 15 21
11,0 20
11,5 10 14 19
12,0 13 18
12,5 17
13,0 12 16
13,5 8 11 15
14,0
14,5 10 14
15,0 7 13
15,5 9 12
16,0
16,5 6 8 11
17,0 10
17,5 7
18,0 5 9
18,5 6
19,0 8
19,5 7
20,0 5
Tableau 3 – Tableau de conversion pour l’usage du tonomètre de Schiötz chez le chien
(d’après G. Severin)
Dossier technique ophtalmologie 21 septembre 2006

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Tableau de conversion pour l’usage du tonomètre de Schiötz chez le chat
(d’après G. Severin)
Lecture sur
l’échelle du
tonomètre
PIO (mm Hg)
Poids de 5,5 g
PIO (mm Hg)
Poids de 7,5 g
PIO (mm Hg)
Poids de 10 g
0,5 44 73
1,0 42 71
1,5 40 68
2,0 37 65 80
2,5 33 61 76
3,0 30 56 71
3,5 27 48 66
4,0 25 42 61
4,5 24 37 56
5,0 22 34 51
5,5 21 31 47
6,0 20 29 44
6,5 18 27 40
7,0 25 37
7,5 17 24 35
8,0 16 22 33
8,5 15 21 31
9,0 14 20 29
9,5 13 19 27
10,0 18 25
10,5 17 23
11,0 12 16 22
11,5 11 15 20
12,0 14 19
12,5 10 13 18
13,0 12 17
13,5 9 15
14,0 11 14
14,5 8 10 13
15,0 12
15,5 9 11
16,0 7 8 10
16,5 9
17,0 6 7 8
17,5 6 7
18,0 6
18,5 5 5 5
19,0
19,5
20,0
Tableau 4 – Tableau de conversion pour l’usage du tonomètre de Schiötz chez le chat
(d’après G. Severin)
Dossier technique ophtalmologie 22 septembre 2006

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� La tonométrie par aplanissement :
L’appareil actuellement disponible pour mettre en œuvre cette technique est le Tonopen®.
Le principe de cette méthode est basé sur la loi de Imbert-Fick, qui stipule que la pression
dans une sphère remplie de liquide limitée par une membrane infiniment mince et flexible est
mesurable par la contre-pression nécessaire pour aplanir cette membrane.
Appliquée à la cornée, elle signifie que la force exercée pour aplanir une surface donnée de
cette dernière est égale à la force s’exerçant sur cette même surface de cornée de
l’intérieur vers l’extérieur, et que la mesure peut être réalisée quelle que soit la position de la
tête de l’animal. Une anesthésie topique de la surface cornéenne est préalablement
effectuée (collyre Téracaïne).
Le Tonopen® est portable, alimenté par deux piles plates au lithium disposées dans
l’extrémité distale du manche, tenu comme un stylo par l’extrémité proximale du même
manche.
Il est mis sous tension par
l’index de la main à l’aide d’un
bouton poussoir ; l’extrémité de
sa tête (1,5 mm de diamètre)
protégée par un cache en
latex (Ocu-film) est appliquée
perpendiculairement,
doucement (pour éviter
d’indenter), à petites touches
successives sur la surface
cornéenne pour réaliser son
aplanissement (Figure 24).
Figure 24 – Tonométrie par aplanissement (Tonopen®) réf. TON014
La mise en place de l’Ocu-film est facilitée par son support (un cylindre en carton) qui
s’emboîte sur la tête du Tonopen® : il n’est pas toujours facile de donner à cette protection
la tension qui convient pour une mesure fiable de PIO (ni trop tendue, ni trop lâche), et une
astuce consiste à réaliser une légère rotation dans le sens des aiguilles d’une montre en fin de
mise en place. Les deux tiers centraux de la cornée sont utilisables pour ce faire, avec une
excellente fiabilité des résultats.
Toute mesure considérée comme acceptable se traduit par un court signal sonore et
s’affiche sur l’écran situé à l’extrémité distale du manche ; un moyennage automatique d’un
minimum de 3 mesures de traduit par un signal sonore et une valeur affichée dont la fiabilité
est indiquée sur l’écran par un tiret surlignant un pourcentage de 5, 10, 15 ou 20%. Si
l’appareil a besoin d’être calibré, le sigle « bad » s’affiche sur l’écran à la mise sous tension et
la manœuvre de calibrage est très simplement effectuée en dirigeant rapidement la tête de
l’appareil vers le haut quand le sigle « up » apparaît sur l’écran.
Un support très stable en résine permet de le garder dans d’excellentes conditions de
sécurité sur la paillasse, prêt à l’emploi.
Les valeurs de références de la PIO mesurées au Tonopen® sont de :
Dossier technique ophtalmologie 23 septembre 2006

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� 13 à 25 mm Hg (moyenne à 19 mm Hg) pour le chien (selon Gelatt)
� 14 à 26 mm Hg (moyenne à 20mm Hg) pour le chat (selon Miller),
Mais si les chiffres obtenus pour des yeux normotones semblent extrêmement fiables dans ces
deux espèces, les basses valeurs de PIO sont sous-estimées, alors que les hautes valeurs sont
surestimées (selon Miller) ; il semble que les valeurs de PIO mesurées à l’aide de cet
instrument chez le cheval (PIO moyenne à 23 mm Hg selon Miller) soient sous-estimées, aussi
bien dans les hautes que les basses pressions.
Les avantages du Tonopen® sont :
- la simplicité d’emploi,
- la possibilité de réaliser une mesure de la PIO quelle que soit la position de la tête,
notamment chez le cheval ;
- le moyennage des mesures automatiquement réalisé.
Les inconvénients du Tonopen® sont :
- le coût d’acquisition,
- une certaine habitude de manipulation à acquérir, notamment pour réaliser le contact
cornéen sans indenter (on obtient alors des valeurs surestimées).
Références matériel et
consommables : Tonopen XL (Figure
25), Ocu-film, pile de rechange Ocu-
Cel XL, collyre Tétracaïne.
Figure 25 – Tonométrie par aplanissement (Tonopen®) réf. TON014
Dossier technique ophtalmologie 24 septembre 2006

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� La tonométrie par rebond :
L’appareil actuellement disponible pour mettre en œuvre cette méthode est le TonoVet®.
Dans le principe, une très légère sonde est projetée sur la cornée, et sa décélération est
mesurée : plus la PIO est élevée, plus la vitesse d’impact est élevée.
L’appareil peut être étalonné pour
différentes espèces (d : chien ou chat, h :
cheval, P : autres) et, par défaut de
sélection, calibre sur d. La sonde, introduite
dans son logement central où elle est
librement mobile, impose de positionner ce
dernier horizontalement lorsque l’appareil,
tenu par son manche inférieur, est présenté
devant l’œil à examiner.
Après quelques mois d’utilisation, ce
logement central peut être remplacé si la
sonde n’a plus une mobilité parfaite à
l’intérieur de ce dernier.
La mesure de la PIO doit être effectuée sans
anesthésie topique préalable, qui serait
susceptible d’abaisser sa valeur.
L’extrémité de la sonde est placée à 4-8
mm de la surface cornéenne, ce qui
correspond à une distance comprise entre
l’œil et le collier de fixation du logement de
la sonde égale à la hauteur de ce même
collier (Figure 26).
Il faut presser sur le bouton de mesure
lorsque la petite sphère située au sommet
de la sonde se trouve face au centre de la
cornée, en tenant le TonoVet®
horizontal et immobile : chaque mesure
convenable est validée par un « bip » (un message d’erreur accompagné d’un double
« bip » apparaît si la mesure n’est pas convenable), et la valeur de la PIO affichée est
précédée de la lettre correspondant à l’espèce testée après 6 mesures.
Figure 26 – Tonométrie par rebond (Tono Vet®) réf. TON725
Les valeurs obtenues pour des chiens normotones sont concordantes avec celle données par
le TonopenXL®, mais elles sont significativement plus basses (une différence moyenne de -
1,905 mm Hg est constatée selon M.Leiva et coll).
Si cette lettre clignote, cela signifie que la déviation standard des mesures est supérieure à la
normale et le tiret après la lettre signifie :
� en haut de la lettre : que la déviation standard est élevée et qu’il faut recommencer les
mesures,
� au milieu de la lettre : que la déviation standard est plus élevée qu’elle ne devrait mais
que cela n’affecte pas le résultat de manière significative ; la mesure est à refaire si la
valeur obtenue est supérieure à 19 mm Hg ;
� en dessous de la lettre : que la déviation standard est légèrement plus élevée que la
normale mais que la valeur de la PIO mesurée ne s’en trouve pas affectée.
Dossier technique ophtalmologie 25 septembre 2006

Les Dossiers Techniques - CENTRAVET MATERIEL – Reproduction même partielle interdite sans autorisation
Les avantages de cet appareil sont :
� sa simplicité d’emploi,
� la possibilité, comme avec le Tonopen®, de
mesurer la PIO quelle que soit la position de la tête,
notamment chez le cheval,
� la rapidité et la facilité à acquérir les
habitudes de manipulation.
L’inconvénient réside dans le coût d’acquisition.
Références matériel et consommables : TonoVet®
(Figure 27), sondes à usage unique, logement de
sonde, piles.
Des pinces à préhension :
Pour la préhension de la membrane nictitante
(inspection de sa face interne) ou de la
conjonctive : les pinces d’Adson à griffes sont
parfaitement adaptées à ce geste.
Référence matériel et consommable: Pince
d’Adson à griffes (Figure 28).
Des sondes lacrymales :
Figure 27 – TonoVet® réf. TON725
Figure 28– Pince d’adson à griffes
La perméabilité des voies lacrymales excrétrices est classiquement vérifiée par l’instillation de
collyre à la fluorescéine (sous forme sodique) à 0,5% : instillé dans le cul de sac conjonctival
inférieur, il apparaît à l’orifice de la narine correspondant entre 1 et 5 mn plus tard chez le
chien, presque instantanément chez le chat, et plus lentement chez le cheval (20 mn ou plus
parfois).
Le fait que la fluorescéine n’apparaisse pas à la narine n’est pas une preuve suffisante
d’obstruction des voies lacrymales excrétrices, dont il faut vérifier la perméabilité par
sondage d’un canalicule lacrymal et injection de NaCl isotonique ou lactate de Ringer sous
pression (2 à 5 ml chez les petits animaux, 10 à 20 ml chez le cheval).
Pour ce faire, on effectue d’abord une anesthésie topique de la conjonctive (collyre
Tétracaïne), et il est préférable de s’équiper d’une paire de lunettes loupes.
Les sondes lacrymales couramment utilisées sont métalliques : des sondes à extrémités
courbes (ou angulées à 45° pour la canule de Charleux) et droites sont disponibles, le
diamètre 0,5 mm permet en général une utilisation « standard », quel que soit le format du
Dossier technique ophtalmologie 26 septembre 2006

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chien ; pour le chat, une canule de Rycroft de 0,3 mm de diamètre est souvent nécessaire ;
pour le cheval, on utilise soit des sondes lacrymales plastiques (0,6mm de diamètre x 32 mm
de longueur), soit pour notre part des sondes vésicales pour chat (longueur : 110 ou 140 mm,
diamètre : 1,3 ou 1,2 mm) qui nous semblent les mieux adaptées à cette manœuvre si on
choisit de sonder un canalicule lacrymal ; si on choisit de sonder le canal lacrymo-nasal, dont
l’orifice est bien visible sur le plancher de la narine, la sonde idéale est une sonde nasooesophagienne
gastrique pour gavage des petits animaux (2 ou 3,3 mm de diamètre x 400
mm de longueur).
Le point lacrymal le plus facile à repérer et
à utiliser est le point supérieur chez le
chien et le chat (Figure 29) : son ouverture
est plutôt en fente parallèle au bord
palpébral chez le chien, plutôt circulaire
chez le chat ; chez le lapin, seul le point
inférieur, éloigné du canthus nasal et du
bord palpébral, existe ; chez le cheval, le
point supérieur est parfois difficile à
repérer, le point inférieur est plus large.
Figure 29 - Sondage du point lacrymal supérieur chez le
chien à l’aide d’une canule de Rycroft : la perméabilité
canaliculaire est attestée par la présence au point
inférieur du NaCl isotonique injecté au point supérieur.
Le cathétérisme du canalicule se fait sur 3 à 5 mm chez le chat et le chien, 7 à 10 mm chez le
cheval, celui de l’orifice nasal du canal lacrymo-nasal sur 7 à 10 cm.
Le soluté est injecté sous pression en tenant le corps de la seringue entre le pouce et le
majeur, en appuyant sur le piston avec l’index chez le chien et le chat ; le soluté est injecté
par un aide chez le cheval.
Le soluté sort par le point lacrymal opposé à celui qui est sondé et par la narine
correspondante si les voies excrétrices sont perméables ; si elles sont obstruées, il faut occlure
au doigt le point opposé au point sondé et irriguer de nouveau sous pression en surveillant
l’éventuelle sortie nasale du soluté ; chez le cheval, une pression digitale forte sur l’orifice
nasal est indispensable durant l’irrigation du canal lacrymo-nasal.
Dossier technique ophtalmologie 27 septembre 2006

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Références matériel et consommables (Figure 30): Sonde lacrymale métal Lg : 10 mm
(courbe et droite), Sonde lacrymale plastique rose, Canule de Charleux courbe, Canule de
Rycroft coudée, Sonde vésicale stérile pour chat UU SON 008, Sonde vésicale polyproylène
tom cat stérile UU, Sonde naso-œsophagienne gastrique pour gavage PA UU SON 003 et SON
123 ; collyre Tétracaïne ; seringues B Braun luer nu UU 2,5 mL à embout centré, 5, 10, 20 mL à
embout excentré ; lactate de Ringer ou NaCl isotonique à 0,9%.
Sonde lacrymale courbe
Seringues usage unique
Sonde lavage gastrique pour PA
Figure 30 – Matériels et consommables
Sonde lacrymale droite
2.4.1.2 Produits, consommables :
Canule de Charleux coudée
Des écouvillons, des cytobrosses, des filtres en acétate de cellulose, des colorants,
des lames, des tubes secs :
Très souvent, ils sont fournis par le laboratoire de bactériologie.
Sonde lacrymale rose
Sonde vésicale TOMCAT
Canule de Rycroft coudée
Les écouvillons secs ne permettent pas la conservation des bactéries dans des délais
compatibles avec le délai de transport au laboratoire, et il faut préférer les écouvillons avec
milieu de transport aérobies/anaérobies ; ils sont en revanche très utiles pour l’étalement sur
Dossier technique ophtalmologie 28 septembre 2006

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lame et la coloration extemporanée durant la
consultation (coloration rapide RAL 555, coloration de
May-Grünwald et Giemsa), mais la cytobrosse (Figure 31)
est mieux adaptée à la récupération des cellules
conjonctivales, permet une meilleure conservation des
organites intracellulaires (chlamydophila, mycoplasmes,
herpès virus félin…) aux fins d’envoi dans un tube sec au
laboratoire pour diagnostic par PCR, peut être couplée à
un milieu de transport si besoin.
Pour notre part, nous avons complètement abandonné
la spatule métallique pour le prélèvement de cellules
conjonctivales.
Si l’on souhaite prélever des cellules épithéliales
cornéennes, un filtre circulaire en acétate de
cellulose Millipore GSWP1300 (souvent fourni sur simple demande par le laboratoire) est
nécessaire : appliqué par sa face rugueuse sur la surface cornéenne, il est attaché par 2 clips
métalliques à une lame porte-objet et fixé dans le formol à 10% pour examen cytologique, ou
adressé tel quel dans un tube sec pour diagnostic par PCR.
Références consommables (Figure 32) : Ecouvillon sec + tube stérile UU, Ecouvillon et tube
stérile Portagerm Amies UU, Cytobrosse stérile (bactériologie, PCR) et Cytobrosse non stérile
(étalement sur lame), colorants de May-Grünwald et Giemsa ou Kit RAL 555, Lame porteobjet
UU, Tube prélèvement UU sec 5 mL.
Une solution stérile de lavage oculaire :
Avant l’exécution de certains actes, le nettoyage cornéen et
conjonctival est nécessaire soit pour des raisons optiques
(ophtalmoscopie, cathétérisme des points lacrymaux,
biomicroscopie et gonioscopie dans le cadre d’un examen plus
spécialisé), soit pour des raisons de non contamination
du matériel d’examen (sondes lacrymales métalliques,
tonomètre, verre à gonioscopie dans le cadre d’examen
plus spécialisé).
Il est réalisé par rinçage des surfaces oculaires à
l’aide de la solution légèrement sous pression ;
Références médicaments : Ocryl®, Option®…
Des collyres de diagnostic :
Figure 31 – Recueil de cellules conjonctivales
à la cytobrosse chez un chat
Figure 32 – Cytobrosse ci-dessus
Ecouvillon à prélèvement ci-dessous.
� des mydriatiques : pour l’examen du fond d’œil, plutôt que l’ atropine (collyre à 0,5
ou 1%), on utilise un parasympatholytique de courte durée d’action : le tropicamide
collyre à 0,5% (Mydriaticum 0,5%®) instillé trois fois à 5 mn d’intervalle 20 mn avant
l’examen.
� un collyre sympathomimétique (Néosynéphrine 10%®) et un collyre
parasympathomimérique (Pilocarpine 1%®) pour le diagnostic des affections du système
nerveux autonome oculaire.
� un collyre anesthésique pour pratiquer différents examens complémentaires
(tonométrie, cathétérisme des points lacrymaux…) : on utilise soit le collyre
oxybuprocaïne à 0,3% (Cebesine®), soit la Tetracaïne unidose, instillés quelques dizaines
de secondes avant l’examen.
Dossier technique ophtalmologie 29 septembre 2006

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Des collyres colorants :
� La fluorescéine est employée sous sa forme sodique en solution à 0,5% sous
conditionnement unidose : hydrosoluble, elle colore le stroma cornéen en vert
lorsqu’elle pénètre dans celui-ci à le faveur d’un défaut épithélial (Figure 33).
Cela explique que les bords épithéliaux décollés
de certains ulcères permettent la diffusion de la
coloration bien au delà des limites visibles de
l’ulcère (Figure 33).
Avant l’observation, on rince la surface oculaire
après instillation de fluorescéine.
Celle-ci peut aussi être employée pour tester la
perméabilité des voies lacrymales excrétrices (voir
« sondes lacrymales »), et pour apprécier la
stabilté du film lacrymal (test de rupture du film
lacrymal ou Break Up Time, BUT).
Après instillation de collyre fluorescéine, on mesure
le temps qui sépare le clignement palpébral de
l’apparition d’une tache induite par la
sécheresse de la cornée, celle-ci se
présentant comme une zone sombre à
contours délimités par la fluorescéine qui apparaît jaune-vert examinée au filtre bleu-cobalt
(disponible sur l’ophtalmoscope direct).
Les paupières sont par ailleurs maintenues ouvertes.
Le BUT ne doit pas être inférieur à 10-15 secondes normalement : s’il l’est, cela traduit un
déficit de la couche mucinique du film lacrymal.
� Le vert de lissamine (Lissaver-Plus®)
Le vert de lissamine se présente sous forme de bandelettes stériles sous emballage stérile,
dont une extrémité est imprégnée de vert de lissamine (1,5 mg, colorant E 142 de la
pharmacopée française) : l’extrémité de la bandelette, éventuellement après son
humidification (1 ou 2 gouttes de NaCl isotonique), est repliée et insérée dans le cul de
sac conjonctival inférieur (Figure 34);
deux ou trois mouvements de
fermeture/ouverture des paupières
sont provoqués pour bien répartir le
colorant sur la surface cornéenne.
Les cellules mortes ou
dégénérescentes des surfaces
conjonctivales et cornéennes sont
colorées en vert émeraude
(indications : kérato-conjonctivites
sèches débutantes, érosions
cornéennes).
Références consommables : Fluorescéine
10 x 0,4 ml (TVM, Virbac), Lissaver-Plus®
(Axone S.A. 45500 Gien)
Figure 33 –Bouledogue français âgé de 8
mois : ulcère cornéen limbique à bords
décollés dû à un cil ectopique
Figure 34 – Bandelette Lissaver-Plus® insérée
dans le cul de sac conjonctival inférieur
Dossier technique ophtalmologie 30 septembre 2006

Les Dossiers Techniques - CENTRAVET MATERIEL – Reproduction même partielle interdite sans autorisation
Des bandelettes-papier pour test de Schirmer, ou des fils imprégnés de Rouge
phénol :
Dès que l’on suspecte une kérato-conjonctivite sèche (KCS : cornée terne, présence de
mucus dans les culs de sac conjonctivaux, néo-vaisseaux ou/et pigmentation de la cornée,
(Figure 4), l’un ou l’autre des tests est indiqué pour évaluer quantitativement la phase
aqueuse du film lacrymal.
Test de Schirmer :
C’est le plus anciennement employé et le mieux codifié en
médecine vétérinaire. La bandelette, graduée en mm, est
insérée entre la paupière inférieure et la cornée, en
position médiane ou médiale (en évitant de toucher la
cornée), après l’avoir repliée à la graduation marquée
d’un trait gras et parfois d’une encoche (Figure 35). Elle est
laissée en place 1 minute.
L’interprétation du test (Figure 36) se fait de la façon
suivante en fonction de l’imprégnation de la bandelette :
� 10 mm ou plus : sécrétion normale, la plupart des
chiens dépassant 15 mm, la plupart des chats se
situant entre 10 et 15 mm ; 5 à 10 mm :
hyposécrétion probable, mais la plupart des
animaux présentant ces valeurs ont une cornée
d’apparence normale ou une souillure discrète par
du mucus ; on a alors recours à l’emploi du Lissaver-
Plus® ; moins de 5 mm : KCS, avec lésions
cornéennes repérables ;
Figure 35 – Bandelette de Schirmer en place chez un chien
� plus de 20 mm : sécrétion normale, ou défaut
d’écoulement des larmes, ou hypersécrétion ; on
répète immédiatement le test qui se normalise en cas
de simple obstacle à l’écoulement, on effectue
éventuellement un nouveau test après anesthésie
cornéo-conjonctivale locale, pour essayer de faire la
part de la sécrétion lacrymale de
base et celle de la sécrétion
lacrymale réflexe que stimulerait le
contact cornéen du papier test.
Références consommable : Bandelettes de Schirmer
(Schirmer Tear Test : Schering Plough et Test de Schirmer
Virbac)
1 – hyposécrétion avec K.C.S.
2 – sécrétion normale
3 – hypersécrétion probable
4 – hyposécrétion probable
Figure 36 – Test de Schirmer
Dossier technique ophtalmologie 31 septembre 2006

Les Dossiers Techniques - CENTRAVET MATERIEL – Reproduction même partielle interdite sans autorisation
Test au fil imprégné de Rouge phénol (Figure 37)
La paupière inférieure est légèrement abaissée, l’extrémité coudée du fil est placée au
niveau du tiers latéral du cul de sac conjonctival inférieur : c’est la position préconisée chez
l’homme, parfois adoptée chez le chien (Figure 38), mais dans cette espèce, on se
positionne plutôt au tiers médial, face à la membrane nictitante (Figure 37). La paupière est
remise en position physiologique, la partie libre du fil pendant le long de la joue sous l’œil
examiné ; au bout d 15 secondes, le fil est retiré pat un léger mouvement vers le haut.
La partie du fil imbibée par les larmes est colorée en
rouge sous l’effet de l’alcalinité des larmes (Figure 38),
parfois en blanchâtre (Figure 37), et est mesurée en
mm sur une échelle fournie avec la boîte de fils-tests
(extrémité dépliée) : les valeurs physiologiques varient
de 25 à 42 mm chez le chien en fonction des auteurs,
sont comprises entre 20 et 27 mm chez le chat (résultats
personnels).
Référence
consommables :
Tévétest® 10 sachets de 10 fils TVM
Figure 38 – Chiot Cavalier King Charles âgé de 1,5 mois :
kérato-conjonctivite sèche congénitale, noter la coloration
rouge du fil Tévétest®.
Figure 37 – Test au fil imbibé de Rouge
phénol (Tévétest®) chez un chien : noter
la coloration blanchâtre du fil.
Dossier technique ophtalmologie 32 septembre 2006

Les Dossiers Techniques - CENTRAVET MATERIEL – Reproduction même partielle interdite sans autorisation
2.4.2 L’équipement spécialisé :
Par « équipement spécialisé », nous entendrons le biomicroscope équipé de l’éclairage en
fente (« lampe à fente »), l’ophtalmoscope indirect et le verre à gonioscopie : ce matériel est
indispensable si on souhaite dépasser le stade du diagnostic ophtalmologique de base.
2.4.2.1 Le biomicroscope :
La biomicroscopie consiste en l’examen fin, sur l’animal vivant, de structures oculaires à
l’aide d’un dispositif grossissant muni d’une source lumineuse (Figure 39).
Figure 39 – Examen au biomicroscope portable
Le biomicroscope associe un système
grossissant d’examen optique à un système
d’éclairage des structures oculaires observées,
variable en intensité, direction et forme
(circulaire ou en fente verticale).
L’éclairage en fente d’une structure peu
épaisse suppose une excellente mise au point
sur une profondeur de champ très faible et
permet :
� différentes techniques d’observation
en fonction de la forme et du niveau
d’éclairage par rapport à celui de la
structure étudiée (Figure 40).
= éclairage direct
----------- = éclairage indirect (réfléchi)
Figure 40 – Eclairage en fente de la cornée : éclairage
direct, éclairage indirect (réfléchi) (d’après Clerc)
Dossier technique ophtalmologie 33 septembre 2006

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� l’observation des milieux transparents de l’œil par l’angulation variable du système
d’éclairage par rapport à celui d’observation, en fonction de la profondeur de la structure
observée.
Le biomicroscope portable permet une observation facile par sa souplesse d’utilisation et sa
maniabilité.
L’observateur dispose sur ce type de matériel de deux grossissements : x10 et x16, de plusieurs
intensités lumineuses en lumière blanche et bleue, d’éclairage circulaire et en fente verticale
(large et étroite).
Le faisceau lumineux est centré sur l’œil du patient ; le dispositif d’observation binoculaire,
préalablement ajusté à l’écartement oculaire et réglé à la vue de l’observateur, est mis en
position à une distance convenable pour que l’image soit nette : il est déplacé par de lents
mouvements latéro-médiaux pour observer la totalité de la structure étudiée.
Plusieurs types d’éclairage sont utilisables :
� l’éclairage diffus : au faible grossissement, il permet l’observation globale de structures
antérieures (paupières, points lacrymaux, chambre antérieure…) ;
� l’éclairage direct : d’abord utilisé en fente large puis en fente étroite, au faible puis au
fort grossissement, il permet, à forte
intensité lumineuse, de localiser
des lésions structure par structure
de la cornée (Figure 41 A et B) au
vitré antérieur et d’en préciser la
position : au grossissement 10, la
profondeur de la chambre
antérieure et les distances qui
séparent les coupes lumineuses
cornéenne et cristalliniennes sont
évaluées (modifiées lors de
déplacement – luxation – du
cristallin ; au grossissement 16, la
situation en profondeur et
l’extension des lésions sont
appréciées ;
Figure 41A – Examen de la cornée en fente : cornée
normale, œdème cornéen.
Figure 41B – Examen de la cornée en fente.
a et c – Néo-vascularisation profonde
b – Néo-vascularisation superficielle
Dossier technique ophtalmologie 34 septembre 2006

Les Dossiers Techniques - CENTRAVET MATERIEL – Reproduction même partielle interdite sans autorisation
� l’éclairage indirect : il focalise l’éclairage sur une structure postérieure (par exemple l’iris)
à celle que l’on veut observer (par exemple la cornée), ce qui permet de repérer de très
discrètes opacités (par exemple une lésion de dystrophie cornéenne stromale débutante, ou
une endothélite localisée (Figure 40)
Des filtres sont disponibles sur le biomicroscope (filtres Bleu Cobalt et parfois vert anérythre
(voir ophtalmoscope direct).
L’examen des structures antérieures s’effectue sans dilatation
pupillaire préalable, la dilatation pupillaire au Mydriaticum®
est de règle pour l’examen complet du cristallin et du vitré
antérieur.
Le biomicroscope, qui représente un investissement matériel
conséquent, est l’instrument idéal pour l’examen des structures
allant des paupières au vitré antérieur ; binoculaire (ce qui est
essentiel), il permet la vision stéréoscopique, donc
l’appréciation des distances et de la profondeur des lésions.
Références matériel et consommables : biomicroscope Kowa
SL15 (Figure 42), Mydriaticum®, Fluorescéine.
2.4.2.2 L’ophtalmoscope
indirect :
Figure 42 – Biomicroscope portable Kowa SL15 sur son
support
L’ophtalmoscope indirect se compose d’un
casque réglable avec bandeau frontal
muni d’une source lumineuse (ampoule et
prisme de focalisation) et de deux oculaires
dont l’écartement est adaptable à la
distance interpupillaire de l’examinateur
(Figure 43 A et B).
La source lumineuse envoie dans
l’œil examiné un faisceau d’intensité
réglable à l’aide d’un rhéostat incorporé
à la source d’énergie, cette dernière
pouvant être de deux types :
Figure 43A – Ophtalmoscope indirecte (d’après Severin)
1 : source lumineuse 4 : lentilleplano-convexe
2 : miroir réfléchissant 5 : examinateur
3 : pinces de réglage de 6 : patient
l’écartement oculaire
� batterie de poche rechargeable (Accubox) non reliée au secteur, extrêmement
pratique car elle assure une complète autonomie de déplacement à l’examinateur ;
elle présente l’inconvénient, en fin de charge, de diminuer l’intensité d’éclairement
par rapport au réglage effectué ;
� transformateur relié au secteur qui peut être de table ou mural : des rallonges
peuvent être ajoutées au cordon reliant le casque au transformateur, ce qui minore
considérablement voire annule les contraintes liées à une autonomie de
déplacement limitée, l’intensité d’éclairement restant constante pour un réglage
donné ; l’avantage du transformateur mural au cabinet de consultation est qu’il
possède un support faisant office d’interrupteur lorsque le casque y est posé, ce qui
permet de farder l’instrument « à poste » et de l’utiliser en permanence.
Dossier technique ophtalmologie 35 septembre 2006

Les Dossiers Techniques - CENTRAVET MATERIEL – Reproduction même partielle interdite sans autorisation
L’Accubox ou le transformateur de table sont plus pratiques en visite à l’extérieur.
Une lentille plan-convexe est interposée entre la source lumineuse et l’œil examiné sur
le trajet du faisceau lumineux, la face plane tournée vers l’œil observé (Figure 43 A et B); les
puissances communément utilisées sont 30 et 20 D.
Figure 43B – Examen à l’ophtalmoscope indirect.
L’observateur se situe à 75 cm environ de l’œil examiné, le faisceau lumineux est centré sur la
pupille de l’œil examiné au travers de la lentille intercalée qui le focalise dans le plan
pupillaire, ce dernier assurant une diffraction de la lumière donc l’illumination d’une surface
importante du fond d’œil : à partir de ce dernier, les rayons lumineux réfléchis renvoyés la
lentille convergent après leur franchissement de la loupe et l’image du fond d’œil est
projetée inversée au point focal de celle-ci du côté de l’observateur qui la perçoit verticale
sur sa propre rétine.
La mise au point nécessaire à l’obtention de l’image du fond d’œil observé est réalisée par
modifications antéro-postérieures de la distance entre l’œil de l’animal et la lentille : le fond
d’œil inversé est perçu de dimension identique à celle de la lentille entre 5 et 3,5 cm par
rapport à l’œil examiné.
Pour observer le fond d’œil gauche, le praticien tient la lentille entre le pouce et l’index droits
et utilise sa main gauche, bras tendu, pour maintenir la tête en écartant les paupières de
l’animal avec l’index et le pouce gauches (Figure 43 B); il peut s’aider de l’auriculaire droit
utilisé comme une mentonnière. La manipulation inverse est effectuée pour l’œil droit.
L’examen est commencé avec une lentille 30D (faible grossissement mais champ
d’observation large), poursuivi avec une lentille 20D (champ d’observation réduit, meilleur
grossissement).
S’il existe un défaut de transparence des milieux (cornée de chiot, cristallin de chien âgé),
c’est la loupe de 20D qu’il faut utiliser d’emblée pour voir le fond d’œil ; il en est de même
chez le cheval à cornée normalement transparente.
Dossier technique ophtalmologie 36 septembre 2006

Les Dossiers Techniques - CENTRAVET MATERIEL – Reproduction même partielle interdite sans autorisation
La lentille (perpendiculaire au faisceau lumineux) est utilement inclinée du côté de l’œil
observé vers le haut, le bas, le côté temporal ou le côté nasal selon que l’on désire plus
précisément inspecter les parties ventrale, dorsale, nasale ou temporale du fond d’œil : avec
l’expérience, on peut ainsi effectuer sans dilatation préalable un examen du fond d’œil « de
routine », ou chez un animal pour qui la dilatation pupillaire est risquée (zonule cristallinienne
fragile) dans son entier, l’intensité lumineuse étant réglée à la puissance moyenne.
Un examen systématique ne doit toutefois être effectué qu’après dilatation pupillaire
préalable.
L’ophtalmoscopie indirecte présente peu d’inconvénients : image renversée, fugace (surtout
si l’observateur a peu d’expérience), peu agrandie (d’autant que l’on recherche un champ
plus large); apprentissage plus long et difficile qu’avec l’ophtalmoscope direct; coût
d’acquisition beaucoup plus important que celui d’un ophtalmoscope direct.
Elle présente en revanche de très substantiels avantages, qui la rendent indispensable à
l’examen du fond d’œil :
examen du vitré et du fond d’œil bien sûr, mais aussi utilisation de la loupe de 20D
pour l’examen du segment antérieur; on peut même réaliser, en appuyant la face plane de
la lentille sur la cornée après anesthésie topique, un aplanissement localisé de la convexité
cornéenne qui permet l’examen gonioscopique direct (voir cette méthode);
source lumineuse puissante qui permet l’examen du fond d’œil même si les milieux
sont légèrement troubles; grand angle d’observation (30 à 40 degrés avec une lentille 20D
qui permet d’examiner la totalité du fond d’œil jusqu’en limites de la rétine visuelle);
vision stéréoscopique binoculaire; comparaison rapide et facile du fond d’œil droit et
du gauche; examen à distance et grande liberté de manipulation.
Références matériel et consommable (Figure 44) : Ophtalmoscope indirect Heine (réf.
OPH702), Mydriaticum®
Figure 44 – Ophtalmoscope indirect Heine et lentille (loupe).
Annexe : Planches 1 à 3 : quelques exemples de l’aspect du fond d’œil des Carnivores.
Dossier technique ophtalmologie 37 septembre 2006

Les Dossiers Techniques - CENTRAVET MATERIEL – Reproduction même partielle interdite sans autorisation
2.4.2.3 Le verre à gonioscopie :
L’examen gonioscopique consiste en l’observation du ligament pectiné qui limite
antérieurement l’angle irido-cornéen (Figure 45 A et B), rendu possible grâce à un artifice
d’optique (Figure 46 A) :
� les rayons lumineux réfléchis depuis l’angle irido-cornéen subissent une réflexion interne
complète en traversant la cornée, dont l’indice de réfraction est différent de celui de l’air.
On ne peut donc pas voir l’angle irido-cornéen sans artifice d’optique.
En plaçant sur la cornée une lentille à gonioscopie dont l’indice de réfraction est le même
que celui de la cornée, on évite aux rayons lumineux sortant de l’œil une réflexion interne
complète.
C – cornée
CA – canaux d’écoulement antérieurs
HA – canaux d’écoulement postérieurs de
l’humeur aqueuse
L – limbe
LP – ligament pectiné
PC – procès ciliaires
PE – bande pigmentée externe
PI – bande pigmentée interne
R – racine de l’iris
S – stroma cornéen
TI – partie de l’angle irido-cornéen parcourue par
les trabécules d’origine irienne
© Editions du Point Vétérinaire
a – bande pigmentée interne.
b – bande pigmentée externe
c – ligament pectiné
d – racine de l’iris
Figure 45A – Angle irrido-cornéen (d’après Walde,
Schaffer, Köstlin) Figure 45B – Ligament pectiné normal
Dossier technique ophtalmologie 38 septembre 2006

Les Dossiers Techniques - CENTRAVET MATERIEL – Reproduction même partielle interdite sans autorisation
L’ophtalmoscope direct (au réglage +8 ou +9) (Figure 46B) ou le biomicroscope permettent
de voir les fibres du ligament pectiné au travers de la lentille :
directement, si on utilise un verre de Barkan ou un verre de Koeppe (gonioscopie
directe),
indirectement après réflexion de l’image dans un miroir dont l’incidence est variable,
si on utilise un verre de Goldman (gonioscopie indirecte).
En médecine vétérinaire, c’est la gonioscopie directe au verre de Barkan qui est la plus
utilisée :
� à la lentille est adjointe une tubulure souple que l’on remplit de NaCl isotonique avant de
poser le verre sur la cornée (ou après selon certains auteurs) ; la première solution évite à
notre sens la formation de bulles d’air et de buée à la face interne concave du verre en
contact avec la cornée.
Sur l’animal vigile, après anesthésie topique, la lentille doit être posée par glissement sur la
surface cornéenne du canthus palpébral externe au canthus interne, avec un mouvement
dorso-ventral, et le contact cornée-lentille n’est assuré que si cette dernière est engagée
sous la membrane nictitante.
Par simple phénomène d’aspiration, le soluté contenu dans la tubulure permet à la lentille de
tenir sur la cornée (Figure 46 B).
On peut ainsi observer le ligament pectiné (Figures 45 A et B, Figure 47).
Figure 46B – Gonioscopie au verre de
Barkan
Figure 46A – Principe de la gonioscopie directe
1 : faisceau lumineux de l’instrument d’observation
2 : lentille
3 : tubulure
Dossier technique ophtalmologie 39 septembre 2006

Les Dossiers Techniques - CENTRAVET MATERIEL – Reproduction même partielle interdite sans autorisation
Lorsque le globe est très volumineux (certains Brachycéphales physiologiquement,
buphtalmie pathologique), ou trop petit (avec une ouverture palpébrale insuffisante pour
l’introduction de la lentille), il n’est pas possible de recourir à cette technique : la difficulté
peut être contournée en aplanissant une partie de surface cornéenne à l’aide de la partie
centrale de la face plane d’une lentille 20D pour ophtalmoscopie indirecte , qui permet
grâce à une source lumineuse frontale la visualisation de la partie du ligament pectiné
opposée à la face plane de la lentille.
Chez le Chat, le rayon de courbure cornéen permet l’observation du ligament pectiné sans
interposition de verre à gonioscopie, à l’ophtalmoscope direct réglé à +8 ou +9, mais
toutefois avec une importante déformation de l’image obtenue sur ses bords.
Pour conclure à la normalité du ligament pectiné, il faut l’observer sur toute sa circonférence
L’investissement matériel est peu important et la gonioscopie au verre de Barkan est un
temps indispensable de l’examen ophtalmologique spécialisé.
Références matériel et
consommables : Verre de Barkan
(Figure 48), Collyre Tetracaïne,
Lactate de Ringer ou NaCl
isotonique à 0,9%, seringue B Braun
Luer nu UU 2,5 ml.
Figure 48 – Lentille de Barkan
Figure 47A – Ligament pectiné
dysplasique
Dossier technique ophtalmologie 40 septembre 2006

Les Dossiers Techniques - CENTRAVET MATERIEL – Reproduction même partielle interdite sans autorisation
3. Planches
Dossier technique ophtalmologie 41 septembre 2006

Les Dossiers Techniques - CENTRAVET MATERIEL – Reproduction même partielle interdite sans autorisation
4.1. Planche n°1
A - Fond d’œil normal :
Epagneul breton adulte
D- Fond d’œil normal :
Colley Blue Merle adulte : fond d’œil
totalement dépourvu de pigment
(albinos, iris bleu), vaisseaux
choroïdiens et sclère visibleS.
B - Fond d’œil normal :
Chiot Colley âgé de 7 semaines : couleur
bleue, tapis choroïdien pas encore
développé
E - Fond d’œil pathologique :
Epagneul breton adulte : choriochoroïdite
aiguë (piroplasmose).
© Editions du Point Vétérinaire
C - Fond d’œil normal :
Flat coated Retriever adulte : quelques
plages de tapis parsèment l’épithélium
pigmentaire pigmenté.
F - Fond d’œil pathologique :
Berger de Beauce adulte : rétinochoroïdite
cicatricielle (inactive),
séquelle de maladie de Carré.
Dossier technique ophtalmologie 42 septembre 2006

Les Dossiers Techniques - CENTRAVET MATERIEL – Reproduction même partielle interdite sans autorisation
4.2. Planche n°2
© Editions du Point Vétérinaire
A - Fond d’œil pathologique :
Anomalie de l’œil du Colley, stade 1
© Editions du Point Vétérinaire
D - Fond d’œil pathologique :
Anomalie de l’œil du Colley, stade 4
B - Fond d’œil pathologique :
Anomalie de l’œil du Colley, stade 2
E - Fond d’œil pathologique :
Dysplasie rétinienne chez un Springer
gallois adulte
C - Fond d’œil pathologique :
Anomalie de l’œil du Colley, stade 3
F - Fond d’œil pathologique :
Atrophie rétinienne progressive chez
un Berger des Pyrénées adulte.
Dossier technique ophtalmologie 43 septembre 2006

Les Dossiers Techniques - CENTRAVET MATERIEL – Reproduction même partielle interdite sans autorisation
4.3. Planche n°3
A - Fond d’œil normal :
Chat européen adulte
D - Fond d’œil pathologique :
Chat européen adulte : choriorétinite
aiguë (leucose féline), noter
l’aspect réticulé des lésions.
B - Fond d’œil normal:
Chat siamois adulte : la zone sans tapis est
de couleur rouge.
E - Fond d’œil pathologique :
Chat européen adulte : chorio-rétinite
subaiguë (immunodéficience et péritonite
infectieuse)
C - Fond d’œil normal :
Persan blanc adulte : fond d’œil totalement
dépourvu de pigment (albinos, iris bleu).
F - Fond d’œil pathologique :
Chat européen adulte âgé :
décollement rétinien complet
(hypertension artérielle)
H - Fond d’œil pathologique :
Chat européen adulte : atrophie
rétinienne progressive.
G - Fond d’œil pathologique :
Chat européen adulte âgé : hémorragies prérétiniennes,
rétiniennes et sous-rétiniennes (hypertension
artérielle).
Dossier technique ophtalmologie 44 septembre 2006

Les Dossiers Techniques - CENTRAVET MATERIEL – Reproduction même partielle interdite sans autorisation
4. Fiche d’examen ophtalmologique
(Fiche disponible auprès de votre établissement habituel)
Dossier technique ophtalmologie 45 septembre 2006

Les Dossiers Techniques - CENTRAVET MATERIEL – Reproduction même partielle interdite sans autorisation
Dossier technique ophtalmologie 46 septembre 2006

Les Dossiers Techniques - CENTRAVET MATERIEL – Reproduction même partielle interdite sans autorisation
Dossier technique ophtalmologie 47 septembre 2006

Les Dossiers Techniques - CENTRAVET MATERIEL – Reproduction même partielle interdite sans autorisation
Notes
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Dossier technique ophtalmologie 48 septembre 2006

Les Dossiers Techniques - CENTRAVET MATERIEL – Reproduction même partielle interdite sans autorisation
Notes
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Dossier technique ophtalmologie 49 septembre 2006

Les Dossiers Techniques - CENTRAVET MATERIEL – Reproduction même partielle interdite sans autorisation
Notes
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Dossier technique ophtalmologie 50 septembre 2006