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Bessieres, toxo et grossesse Rev Fr Labo 2008.pdf

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Toxoplasmose <strong>et</strong> <strong>grossesse</strong>Marie-Hélène Bessières a, *, Sophie Cassaing a , Judith Fillaux a , Alain Berrebi bRÉSUMÉLa <strong>toxo</strong>plasmose est une parasitose cosmopolite, très répandue chezl’homme <strong>et</strong> l’animal due à Toxoplasma gondii protozoaire intracellulaire.L’infection en cours de la <strong>grossesse</strong> peut provoquer une infection congénitaledont la manifestation clinique la plus fréquente est la choriorétinite.Elle est dépistée dès la naissance ou plus tard avant 10 ans dans 95 %des cas. L’enquête périnatale effectuée en <strong>Fr</strong>ance en 2003 a montré quela prévalence d’une immunité chez les femmes enceintes était de 44 %.Il est essentiel pour prévenir l’infection de fournir des recommandationshygiéno-diététiques, lavage des mains <strong>et</strong> des instruments de cuisine,cuisson des aliments (viande <strong>et</strong> légumes), peler les fruits, porter des gantspour tout contact avec la terre, ne pas changer la litière du chat…). Laprévention impose aux femmes enceintes séronégatives une surveillancesérologique mensuelle. Le nombre de cas de <strong>toxo</strong>plasmose congénitalea été estimé en 2000 à 700 par an, soit une incidence de 1 pour1 000 naissances vivantes. Un traitement précoce maternel par la spiramycinepuis par l’association pyriméthamine <strong>et</strong> sulfamides (sulfadiazine ousulfadoxine) en cas d’infection fœtale prouvée par le diagnostic prénatalou néonatal réduit le risque de manifestations cliniques.Toxoplasmose congénitale – <strong>grossesse</strong> – prévention – diagnostic – traitement.La <strong>toxo</strong>plasmose est une anthropozoonose très répandue<strong>et</strong> cosmopolite, due à Toxoplasma gondii (T. gondii),protozoaire appartenant au Phylum Apicomplexa.SUMMARYToxoplasmosis and pregnancyToxoplasma gondii is an ubiquitous intracellularprotozoan parasite. Infection during pregnancycan result in f<strong>et</strong>al infection. R<strong>et</strong>inochoroiditis is themain complication of congenital <strong>toxo</strong>plasmosis.R<strong>et</strong>inochoroiditis was diagnosed at birth or maydevelop later in life before 10 years in 95% of cases.The results from the 2003 national perinatalsurvey showed that <strong>toxo</strong>plasmosis prevalence inpregnant women was 44%. Prevention of infectionis based on health education (wash hands andknives, cook meat and veg<strong>et</strong>ables, peel fruits, weargloves after any exposure to soil, don’t changelitter box of cats). Prevention requires serologicalsurveillance of seronegative pregnant women. Thenumber of congenital <strong>toxo</strong>plasmosis is evaluatedto 700 every year (incidence 1 for 1000). Maternaltreatment by spiramycine and combinationof pyrim<strong>et</strong>hamine and sulfonamide (sulfadiazineor sulfadoxine) when f<strong>et</strong>al infection is proved byantenatal or neonatal screening reduces the riskof clinical manifestations.Congenital <strong>toxo</strong>plasmosis – pregnancy – prevention– diagnosis – treatment.1. L’agent pathogèneToxoplasma gondii [20, 21, 45]1.1. MorphologieToxoplasma gondii est une coccidie à développement intracellulaireobligatoire. Il réalise son développement de chatà chat, d’hôte intermédiaire à hôte intermédiaire ou du chatà un hôte intermédiaire. La transmission du <strong>toxo</strong>plasme sea Service de parasitologie-mycologieCentre hospitalier universitaire de RangueilTSA 5003231059 Toulouse cedex 9b Fédération de gynécologie obstétriqueHôpital Paule-de-ViguierTSA 7003431059 Toulouse cedex 9* Correspondancebessieres.mh@chu-toulouse.frarticle reçu le 12 février, accepté 14 mars 2007.© 2008 – Elsevier Masson SAS – Tous droits réservés.fait par les tachyzoïtes, les bradyzoïtes enkystés ou bienpar les sporozoïtes contenus dans les oocystes.Le tachyzoïte, forme asexuée à multiplication rapide, de6 à 8 μm de long sur 2 à 4 μm de large, a une forme decroissant avec une extrémité antérieure effilée <strong>et</strong> l’extrémitépostérieure arrondie. Il pénètre en 15 secondes dans lemacrophage par un phénomène actif, différent de la phagocytose.Ces formes, présentes dans le sang, des liquidesbiologiques <strong>et</strong> les tissus, parasites intracellulaires obligatoires,sont fragiles <strong>et</strong> détruites par l’acidité gastrique. Ellesne sont pas infectantes par voie orale mais le sont par voiesanguine pour le fœtus dans la <strong>toxo</strong>plasmose congénitale.Elles survivent à 4°C au moins une semaine.Le bradyzoïte est une forme intervenant également dansle cycle asexué du parasite, légèrement plus p<strong>et</strong>ite que l<strong>et</strong>achyzoïte, <strong>et</strong> de structure très proche mais des différencesantigéniques <strong>et</strong> biologiques existent. Des dizaines à descentaines de bradyzoïtes sont enfermés à l’intérieur d’unestructure kystique. La paroi des kystes est constituée decomposants cellulaires <strong>et</strong> parasitaires. Le kyste perm<strong>et</strong> auparasite de résister aux mécanismes immunitaires de l’hôte.Des études in vitro ont montré qu’ils peuvent être détectésune semaine après l’infestation. Les bradyzoïtes peuvent s<strong>et</strong>ransformer à nouveau en tachyzoïtes. Les kystes mesurentREVUE FRANCOPHONE DES LABORATOIRES - MAI 2008 - N°402 // 39


de 15 à 100 μm de diamètre <strong>et</strong> persistent à l’état latent dansles tissus toute la vie, particulièrement dans les tissus nerveux<strong>et</strong> musculaires. Ce sont des formes de résistance qui nesont pas affectées par des températures inférieures à 45°C,ni par l’acidité gastrique. Elles survivent plus de 2 mois à4°C mais sont détruits après une congélation de plusieursjours à –20° C, par la cuisson à 70°C, par la chaleur 30 minà 55°C, par la salaison dans des conditions bien définies.C’est un des modes de contamination de l’homme par voieorale par ingestion de viande parasitée.Le sporozoïte est un des stades infectants du parasiterésultant de la sporulation dans l’oocyste, élément issude la reproduction sexué. Lorsqu’il est éliminé avec lesfèces des chats, l’oocyste est ovoïde <strong>et</strong> ne contient qu’unemasse granuleuse. Il mesure de 9 à 11 μm de large sur 11à 14 μm de long <strong>et</strong> est limité par une membrane externerésistante. Après sporulation dans le milieu extérieur, deuxsporoblastes se différencient. Ils s’allongent <strong>et</strong> formentdeux sporocystes ovoïdes (6 à 8 μm) à l’intérieur desquelsse différencient 4 sporozoïtes qui mesurent 7 μmde long sur 1,5 μm de large. L’organisation interne estidentique à celle des tachyzoïtes. Les oocystes sontrésistants dans le milieu extérieur, aux températuresusuelles, dans les déjections, le sol <strong>et</strong> l’eau y comprisl’eau de mer. Il n’est pas détruit par l’acidité gastrique<strong>et</strong> est responsable de la contamination des herbivores<strong>et</strong> de l’homme par voie orale (consommation de végétauxou fruits souillés par la terre). Les acides, alcalis <strong>et</strong>détergents communs ne les détruisent pas. Ils sont peurésistants à la chaleur <strong>et</strong> détruits en 1 minute à 60°C maisrésistent à la congélation.1.2. Cycle évolutif du <strong>toxo</strong>plasmeLe cycle comprend 2 phases, une de multiplication asexuéepuis sexuée dans l’épithélium intestinal du chat, hôte définitif<strong>et</strong> une phase de prolifération asexuée chez le chat<strong>et</strong> de nombreux hôtes intermédiaires oiseaux, rongeurs<strong>et</strong> mammifères. Le cycle est dixène dans le cas où l’hôtedéfinitif le chat ou des félidés sauvages <strong>et</strong> des hôtes intermédiairesinterviennent (figure 1). Le cycle est monoxènesi le <strong>toxo</strong>plasme est transmis d’hôte intermédiaire à hôteintermédiaire sans infester l’hôte définitif. Le cycle sedéroule alors sans reproduction sexuée.1.2.1. Cycle chez l’hôte définitif : le chatLe chat s’infeste par ingestion d’oocystes sporulés à partirde végétaux ou d’eau souillés ou à partir de bradyzoïtesintrakystiques présents dans de la viande parasitée (souris,oiseaux). La membrane des kystes <strong>et</strong> des oocystesest lysée par les enzymes protéolytiques au niveau del’estomac <strong>et</strong> de l’intestin grêle. Les bradyzoïtes <strong>et</strong> sporozoïtessont libérés dans la lumière intestinale <strong>et</strong> vont s<strong>et</strong>ransformer en tachyzoïtes.1.2.1.1. Cycle intestinalOn assiste à un cycle coccidien dans l’intestin à l’origine dela reproduction sexuée du parasite. Le cycle entéroépithélialse développe d’abord asexué puis sexué aboutissant àl’excrétion d’oocystes. La première phase asexuée est unprocessus de multiplication par schizogonie. Les cellulesde l’iléon sont parasitées. La phase de reproduction sexuéeou gamétogonie survient ensuite. Elle peut être observée48 heures après l’ingestion de kystes par le chat. Ellecorrespond au développement des stades sexués avecdifférenciation de gamètes mâles <strong>et</strong> de gamètes femelles.L’oocyste qui résulte de la fécondation d’un microgamète<strong>et</strong> d’un macrogamète tombe dans la lumière intestinale<strong>et</strong> est éliminé, encore immature, avec les fèces du chat.Dans le cas d’infection du chat par carnivorisme (ingestiondes kystes), les oocystes sont relargués 5 à 6 jours aprèsdans les fèces. Lors d’infection par ingestion d’oocystes,la période est plus longue (20 à 40 jours).Figure 1 – Cycle de Toxoplasma gondii.hôte définitif (chat)oocystes nonsporulés éliminésavec les féceskystes tissulairesToxoplasmosecongénitalecontaminationtransplacentaire(tachyzoïtes)ingestionde kystespar le chatSporulation > 24 hSurvie > 1 an 20 °contaminationpar l’eau<strong>et</strong> la nourriturehôtes intermédiairesingestiopnd’oocystes(nourriture,eau, terre)oocystes sporulésD’après Dubey [20].40 // REVUE FRANCOPHONE DES LABORATOIRES - MAI 2008 - N°402


1.2.1.2. Cycle extra-intestinalLes tachyzoïtes prolifèrent par une multiplication asexuée(endodyogénie). Ils sont disséminés dans l’organisme par lacirculation sanguine <strong>et</strong> lymphatique <strong>et</strong>, en 15 à 40 secondes,peuvent pénétrer dans n’importe quelle cellule nucléée.Une membrane d’origine parasitaire <strong>et</strong> cellulaire se formepuis une vacuole parasitophore qui perm<strong>et</strong> sa survie dansla cellule. Divers organes rein, foie, poumon, muscle strié,système nerveux central sont envahis. Progressivement,les bradyzoïtes se différentient à l’intérieur de formationskystiques. Les premiers kystes apparaissent dans les10 jours suivant l’infection <strong>et</strong> se maintiennent dansles tissus toute la vie de l’hôte.1.2.2. Evolution des oocystesdans le milieu extérieur : sporogonieLes oocystes, non sporulés, sont excrétés par milliers dansles fèces du chat. Un seul <strong>et</strong> même chat répand dans sonenvironnement des centaines de milliers voire des millionsd’oocystes. La période pendant laquelle le chat excrète desoocystes est brève (1-3 semaines). Ils sont résistants <strong>et</strong> peuventêtre r<strong>et</strong>rouvés dans le sol humide jusqu’à un an aprèsl’émission par le chat. La probabilité de rentrer en contactavec des oocystes à proximité des lieux d’habitation esttrès élevée. La sporulation est plus ou moins rapide suivantles conditions climatiques. Elle a lieu entre le premier <strong>et</strong> lecinquième jour après l’excrétion à des températures entre15 <strong>et</strong> 25°C. Une température de 37°C ou supérieure lui estdéfavorable Elle ne se produit pas à 4°C. En revanche, lesoocystes sporulés restent infectants après 12 à 18 mois à4°C. Ils sont viables après 28 jours à –20°C. Ils sont trèsrésistants aux désinfectants usuels. Au stade d’oocystessporulés, le cycle se poursuit selon deux voies : soit unchat s’infeste en ingérant les oocystes <strong>et</strong> le cycle sexué serenouvelle, soit des hôtes intermédiaires les ingèrent <strong>et</strong> lecycle de multiplication asexué se déroule.1.2.3. Cycle asexué chez les hôtes intermédiairesIl se déroule chez de nombreux animaux (oiseaux, mammifèresy compris l’homme). L’infestation des hôtes intermédiairesse fait, chez les herbivores, par ingestion d’oocystesprésents sur les végétaux, la terre ou l’eau souillée <strong>et</strong> chezles carnassiers par des kystes contenus dans la viande.Après l’ingestion, les sporozoïtes ou les bradyzoïtes traversentl’épithélium intestinal. On observe tout d’abord laphase aiguë puis la phase chronique de l’infection tellequ’elle se déroule chez le chat. Chez l’homme, la partie ducycle asexué se déroule de la même manière. Il constitueun cul de sac évolutif ne perm<strong>et</strong>tant pas de boucler le cycleévolutif du parasite. Chez la femme enceinte, l’infectionen cours de <strong>grossesse</strong> peut par voie sanguine <strong>et</strong> transplacentaireinduire une <strong>toxo</strong>plasmose congénitale.2. Epidémiologiede la <strong>toxo</strong>plasmose2.1. Répartition géographique<strong>et</strong> prévalence de l’infection [1, 45]La <strong>toxo</strong>plasmose est une maladie cosmopolite. Un tiersde la population mondiale est exposé à c<strong>et</strong>te parasitose.Figure 2 – Séroprévalence de la <strong>toxo</strong>plasmosechez les femmes enceintes par région (2003).39Séroprévalence≤ 3031 – 4041 – 50≥ 50Rapport INVS 2003 [4).3645563951La part de la population humaine atteinte de <strong>toxo</strong>plasmoseest très variable suivant les pays de 7 à 80 %.C<strong>et</strong>te variabilité s’explique de plusieurs manières :- par des différences climatiques, l’infection est plus communedans les régions chaudes <strong>et</strong> de plaines qu’en altitude<strong>et</strong> dans les régions froides. Les facteurs climatiquesinfluencent la survie <strong>et</strong> la sporulation des oocystes ;- par l’hygiène de vie <strong>et</strong> le régime alimentaire : dans lespays en voie de développement, la prévalence est généralementélevée <strong>et</strong> l’acquisition d’une immunité plus précoceque dans les pays occidentaux. La présence de félidésaugmente la prévalence. Les populations se nourrissantde viande crue ou saignante comme en <strong>Fr</strong>ance ont destaux plus élevés ;- l’âge : la prévalence augmente avec l’âge au sein d’unepopulation.2.1.1. Prévalence chez la femme enceinteL’enquête nationale, réalisée en <strong>Fr</strong>ance en 1995 par le<strong>Labo</strong>ratoire national de la Santé, parmi les femmes en âgede procréer, a démontré une séroprévalence de 54,3 %.Reconduite en 2003, la prévalence est de 44 %, ce quisignifie que 56 % des femmes enceintes non immuniséescourent un risque de contracter la <strong>toxo</strong>plasmose pendantleur <strong>grossesse</strong>. On observe une hétérogénéité dans laprévalence selon les régions, de 34 à 70 %. On distinguequatre grandes zones de prévalence (figure 2) [4]. Desfacteurs climatiques peuvent expliquer ces différences.444143465237353745 45363030462939REVUE FRANCOPHONE DES LABORATOIRES - MAI 2008 - N°402 // 41


L’incidence de la <strong>toxo</strong>plasmose au cours de la <strong>grossesse</strong>a pu être estimée à travers différentes études françaises.En 2000, selon le rapport de l’AFSSA, le nombre de séroconversionsest de 2 700 (3 cas pour 1 000 <strong>grossesse</strong>s)<strong>et</strong> le nombre de <strong>toxo</strong>plasmose congénitale de 600 (1 caspour 1 000 naissances), 175 avec signes cliniques dont42 avec des séquelles sévères.2.1.2. Prévalence animaleLes animaux d’élevage, mouton, chèvre, porc, bovin, cheval,volaille <strong>et</strong> oiseaux peuvent être infectés avec une prévalencevariable suivant les études <strong>et</strong> les pays. Ils constituent unesource de contamination pour l’homme. Le mouton estune espèce particulièrement exposée. La fréquence de la<strong>toxo</strong>plasmose chez le chat varie en fonction de son modede vie <strong>et</strong> de l’alimentation. Elle est plus élevée chez leschats sauvages que les chats domestiques. Les animauxsauvages, p<strong>et</strong>its rongeurs <strong>et</strong> carnivores sauvages, jouentun rôle majeur dans le maintien du cycle.2.2. Mode de contaminationdans la <strong>toxo</strong>plasmose humaine [1, 20, 21, 45]Dans la <strong>toxo</strong>plasmose acquise, l’homme s’infeste le plussouvent par voie orale. La principale source d’infectionest due à l’ingestion de kystes contenus dans la viandeinsuffisamment cuite. Elle est également possible paringestion d’oocystes présents dans le sol ou sur les alimentscontaminés par la terre. La transmission par l’eauest suspectée. La contamination par les tachyzoïtes partransfusion sanguine est très rare. Elle est possible suite àune transplantation d’organe. Dans la <strong>toxo</strong>plasmose congénitale,les tachyzoïtes sont infectants par voie sanguinepour le fœtus. Les trois formes parasitaires, tachyzoïtes,bradyzoïtes, oocystes peuvent donc être infectantes pourl’homme.3. Physiopathologie,mécanismes immunitaires<strong>et</strong> clinique de la <strong>toxo</strong>plasmoseacquise <strong>et</strong> congénitale3.1. Physiopathologie <strong>et</strong> mécanismesimmunitaires dans la <strong>toxo</strong>plasmoseacquise <strong>et</strong> congénitale [1, 9, 20, 45]Quel que soit le mode de contamination, la première phasecorrespond à la phase de dissémination dans l’organisme.Les <strong>toxo</strong>plasmes pénètrent dans les cellules du systèmehistiomonocytaire <strong>et</strong> s’y multiplient. Ils sont ensuite libérésdes cellules <strong>et</strong> envahissent celles adjacentes diffusant ainsidans tout l’organisme. Le foie est le premier organe atteint.Les <strong>toxo</strong>plasmes se multiplient dans les hépatocytes. Lestissus lymphoïdes, les poumons, le cerveau, le tissu musculaire,la rétine sont ensuite le siège de la multiplication.C<strong>et</strong>te phase de dissémination dure environ 1 à 2 semaineschez un suj<strong>et</strong> immunocompétent. C’est à ce stadeque le <strong>toxo</strong>plasme peut se localiser dans le placenta. Aucours de la deuxième phase, les défenses immunitaires del’hôte commencent à être effectives. Les tachyzoïtes libresse raréfient car ils sont lysés dès qu’ils sont libérés de lacellule infectée. En revanche, dans les organes pauvres enanticorps, le passage de cellule à cellule (œil, cerveau) sepoursuit. Dans la troisième phase ou phase chronique, lesbradyzoïtes demeurent intracellulaires à l’intérieur des kystes.Ils continuent à s’y multiplier, puis entrent dans un état dequiescence qui dure de nombreuses années. Les kystes seforment dans tous les tissus mais sont plus nombreux là oùla multiplication du parasite a été le plus longtemps tolérée(œil, système nerveux central). Ce phénomène est à l’originedes lésions observées dans l’infection congénitale. Dansla <strong>toxo</strong>plasmose congénitale, la première phase dure pluslongtemps du fait du système immunitaire immature.Concernant les souches de <strong>toxo</strong>plasmes isolées chezl’homme <strong>et</strong> chez l’animal, la variabilité de la pathogénicité<strong>et</strong> de la virulence chez la souris, ainsi que la diversité desmanifestations cliniques chez l’homme ont laissé supposerun polymorphisme génétique important de T. gondii.Cependant, l’analyse de marqueurs génétiques montreen <strong>Fr</strong>ance métropolitaine <strong>et</strong> en Europe un faible degré depolymorphisme avec une appartenance des isolats à seulementtrois lignées clonales ou type I, II <strong>et</strong> III avec un typeII majoritaire dans les infections humaines <strong>et</strong> animales. Desgénotypes atypiques peuvent être r<strong>et</strong>rouvés dans d’autrescontinents, notamment en Guyane française, à l’origine deformes cliniques sévères [2].3.1.1. Immunité humoraleDans la <strong>toxo</strong>plasmose acquise, suite à la contamination,l’immunité humorale se m<strong>et</strong> en place. Elle ne joue pas unrôle essentiel dans la résistance à l’infection. Des anticorpsIgM, IgA, IgG <strong>et</strong> IgE peuvent être détectés. Ils lysent les<strong>toxo</strong>plasmes extracellulaires en présence de complémentalors que les formes intracellulaires ne sont pas affectées,ce qui perm<strong>et</strong> la dissémination du parasite dans l’organismepar voie sanguine <strong>et</strong> lymphatique. Ils limitent doncla dissémination des parasites dans l’organisme mais sontinsuffisants pour stopper l’infection. Des études expérimentalesont montré qu’ils ne sont pas protecteurs puisque l<strong>et</strong>ransfert passif d’anticorps ne protège pas les souris contrel’infection. De plus, de nombreux essais d’immunisation parles <strong>toxo</strong>plasmes morts ou irradiés ainsi que par des extraitsantigéniques entraînent la production d’anticorps sans pourautant apporter une protection contre ce parasite.Dans la <strong>toxo</strong>plasmose congénitale, l’immunité se m<strong>et</strong>en place plus lentement. Conjointement au transfert passifdes immunoglobulines maternelles IgG, le fœtus peut synthétiserdes immunoglobulines IgA, IgG <strong>et</strong> IgM dès la vingtièmesemaine de gestation. Les anticorps IgG augmententprogressivement au cours de la gestation pour atteindre <strong>et</strong>parfois dépasser à la naissance ceux de la mère. Ils ont uneff<strong>et</strong> protecteur très limité. Reçus passivement, ils ont àla fois une action sur le parasite <strong>et</strong> sur l’hôte. Ils lysent les<strong>toxo</strong>plasmes extracellulaires, favorisant la multiplicationdans la cellule <strong>et</strong> leur enkystement mais surtout ils peuventinduire chez le fœtus une tolérance spécifique.3.1.2. Immunité cellulaireLe rôle de l’immunité à médiation cellulaire est essentieldans la lutte contre l’infection. Ainsi, des souris nudesathymiques ne développent pas d’immunité protectric<strong>et</strong>andis que le transfert de cellules spléniques <strong>et</strong> de42 // REVUE FRANCOPHONE DES LABORATOIRES - MAI 2008 - N°402


nodules lymphatiques transfère une immunité spécifiquevis-à-vis de T. gondii. En début d’infection, les <strong>toxo</strong>plasmesse multiplient à l’intérieur des macrophages <strong>et</strong> résistent àleur lyse en s’opposant à la fusion phagosome-lysosome.Une réponse immune cellulaire induite implique les macrophages,les cellules natural killer (NK), les cellules T <strong>et</strong> laproduction de cytokines associées. Le développementde l’immunité limite l’infection mais n’est pas capabled’éradiquer le parasite. Les barrières hémato-méningée<strong>et</strong> hémato-oculaire limitent le flux des cellules immunocompétentes<strong>et</strong> des médiateurs.Figure 3 – Transmission materno-fœtale du <strong>toxo</strong>plasme.Primo infectionfemme enceinteparasitémi<strong>et</strong>achyzoïtesInfectiondu placenta3.2. Clinique3.2.1. Toxoplasmose acquise du suj<strong>et</strong>immunocompétent [20, 45]Les formes asymptomatiques sont les plus fréquentes Uneétude rapporte 5 % de formes cliniques chez les femmesenceintes [24]. Les formes cliniques associent des adénopathies,en général dans la sphère cervicale, une fièvremodérée mais inconstante, une asthénie <strong>et</strong> éventuellementdes modifications de la formule leucocytaire (syndromemononucléosique sanguin). Elle présente une gravitéparticulière lorsqu’elle survient chez la femme enceinteen raison du risque encouru par le fœtus. La présenced’adénopathies doit être recherchée lorsque les examenssérologiques sont en faveur d’une infection récente. Lesréinfestations sont asymptomatiques chez les patientsimmunocompétents <strong>et</strong> entraînent exceptionnellementune infection du fœtus [33]. Les infections congénitales,suite à une reprise évolutive d’une infection ancienne chezdes femmes enceintes immunodéprimées, sont possiblesmais rares [23].3.2.2. Toxoplasmose congénitale [1, 9, 20]L’infection fœtale, conséquence d’une primoinfection dela femme enceinte, peut provoquer une interruption spontanéede la <strong>grossesse</strong>, une maladie mortelle in utero, uneforme clinique ou cas le plus fréquent actuellement, êtr<strong>et</strong>otalement asymptomatique.Il est classique de décrire trois stades. Premier stade : si l’infection est tardive, survenant dansle dernier trimestre de la <strong>grossesse</strong>, le nouveau-né présenteà la naissance une <strong>toxo</strong>plasmose à la phase primaire. Lesformes inapparentes sont les plus fréquentes. On peutparfois observer un ictère néonatal avec hépatomégalie <strong>et</strong>splénomégalie, une atteinte cardiaque ou oculaire. Deuxième stade : si la contamination maternelle a eu lieuau deuxième trimestre, le tableau à la naissance peut êtrecelui d’une encéphalite évolutive. La <strong>toxo</strong>plasmose congénitaleest à la phase secondaire de la maladie. Les signescliniques sont neurologiques. Si l’évolution n’est pas fatale,l’enfant est exposé à des lésions nerveuses irréductibles.Les formes infracliniques ou bénignes sont fréquentes. Troisième stade : si la mère a été contaminée pendantles premiers mois de la gestation, la totalité de la maladies’est développée in utero. Les formes les plus graves sontalors observées. L’importance des séquelles est variable.Le tableau clinique associe hydrocéphalie ou microcéphalie,crises convulsives, r<strong>et</strong>ard psychomoteur <strong>et</strong> choriorétinite.Le pronostic est redoutable.KysteintratissulaireToxoplasmosecongénitaleSang fœtalparasitémiePlusieurs événements doivent survenir pour qu’il y’aittransmission materno-fœtale <strong>et</strong> infection du fœtus. Lacontamination maternelle doit se produire pendant la<strong>grossesse</strong>, le <strong>toxo</strong>plasme doit se localiser dans le placenta,enfin le parasite doit passer dans la circulationfœtale (figure 3). La fréquence <strong>et</strong> la gravité de l’atteintefœtale dépendent de la date de la contamination <strong>et</strong> de laparasitémie maternelle de durée très courte, estimée à unedizaine de jours, du délai entre l’infection placentaire <strong>et</strong> lacontamination fœtale, de l’état immunitaire du fœtus, dupassage transplacentaire d’anticorps maternels <strong>et</strong> du traitementmaternel mis en œuvre. Au cours de la parasitémie,le <strong>toxo</strong>plasme peut se localiser dans le placenta induisantla formation de micro-abcès. Il passe secondairement labarrière fœto-placentaire <strong>et</strong> infecte le fœtus. L’infectionplacentaire est plus fréquente en fin de <strong>grossesse</strong>, lorsquele placenta est parcouru par un flux sanguin maximum.La transmission au fœtus n’est pas forcément immédiate.C<strong>et</strong>te hypothèse a été proposée par Romand <strong>et</strong> al. pourexpliquer les faux négatifs du diagnostic prénatal chez lesenfants contaminés [43].L’infection du fœtus est fonction de la durée du délai placentaire<strong>et</strong> de la date plus ou moins r<strong>et</strong>ardée de la transmissiondu parasite au fœtus. Si le délai est long, le fœtus reçoit une immunité d’originematernelle avant d’être contaminé. Les anticorpsmaternels transmis au fœtus limitent l’infection en lysantles parasites extracellulaires <strong>et</strong> freinent leur dissémination.Mais ils inhibent l’immunisation du fœtus. C<strong>et</strong>te tolérancespécifique ne cesse qu’avec la disparition des anticorpsmaternels transmis, entre 6 <strong>et</strong> 12 mois. La transmissiontardive du parasite se traduit dans la majorité des cas à lanaissance par des atteintes cliniques minimes voire nulles,mais l’infection peut évoluer après la naissance. Si le délai est nul ou bref, l’infection du fœtus est concomitantede celle du placenta, la contamination s’effectueavant la transmission des anticorps maternels <strong>et</strong> concernealors un fœtus immunitairement immature. Elle peut êtreREVUE FRANCOPHONE DES LABORATOIRES - MAI 2008 - N°402 // 43


esponsable de fœtopathies graves selon le stade de la<strong>grossesse</strong>.La date de la contamination maternelle est le facteuressentiel pour déterminer la fréquence <strong>et</strong> la gravité del’atteinte fœtale [9, 10, 24, 30]. Lors d’une primo-infection<strong>toxo</strong>plasmique chez la mère en cours de <strong>grossesse</strong>, environ1/3 des fœtus sont infectés. La fréquence de la transmissionest d’autant plus élevée que la <strong>grossesse</strong> est avancéeau moment de la contamination maternelle, soit 6 % à12 semaines de gestation, 40 % à 26 <strong>et</strong> 72 % à 36 dansl’étude lyonnaise [24]. Inversement, plus la contaminationmaternelle est précoce plus l’atteinte fœtale est sévère.Cependant, des enfants infectés <strong>et</strong> traités, nés de mères infectésau 1 er trimestre, peuvent être asymptomatiques [6).3.2.2.1. Aspects cliniques de la <strong>toxo</strong>plasmosecongénitale [1, 5, 8, 9, 18, 23, 25]Les formes infracliniques sont les plus fréquentes. Lesmanifestations cliniques les plus courantes sont oculaires<strong>et</strong> neurologiquesLa choriorétinite est la conséquence clinique la plus fréquentede la <strong>toxo</strong>plasmose congénitale. Elle peut êtrenéonatale, ou plus tardive, due à la réactivation des kystesintra-rétiniens. Elle est diagnostiquée à l’examen du fondd’œil. Uni ou bilatérale, elle siège au niveau de la maculaou à la périphérie rétinienne. La lésion récente est faited’une zone d’œdème; la lésion ancienne est beaucoupplus caractéristique représentée par un placard blanchâtrecentré par une zone grise surélevée qui est limitéepar des bords festonnés mais taillés à l’emporte-pièce. Àleur niveau, il existe une accumulation pigmentaire. C<strong>et</strong>aspect de la choriorétinite pigmentaire est extrêmementévocateur de la <strong>toxo</strong>plasmose congénitale. Elle peut êtreresponsable d’une amputation plus ou moins importantedu champ visuel. La localisation centrale maculaire est plusgrave que celle périphérique. D’autres lésions peuvent êtreobservées, microphtalmie, strabisme, nystagmus, atteintesdu segment antérieur : iridocyclite, cataracte, glaucome.Les manifestations neurologiques sont plus rares. Les calcificationsintracrâniennes de découverte échographiqueanté ou postnatale correspondent à des foyers de nécrosequi se calcifient secondairement. Elles peuvent être uni oubilatérales, le plus souvent multiples <strong>et</strong> siéger dans n’importequelle région de l’encéphale, mais principalementdans les régions périventriculaires <strong>et</strong> au niveau des noyauxgris centraux. Elles se présentent radiologiquement soustrois aspects : en coups d’ongle de plusieurs millimètre delong au niveau des noyaux gris centraux <strong>et</strong> du thalamus,n<strong>et</strong>tement curvilignes, en traînées continues ou discontinuesdans les territoires périventriculaires, nodulaires, en têted’épingle, isolées ou groupées en amas dans l’ensemblede l’encéphale. Les crises convulsives en sont souventle signe révélateur. Le traitement favorise leur régression,parfois leur disparition.L’atteinte neurologique avec modifications du volume ducrâne est dépistée échographiquement pendant la <strong>grossesse</strong>.L’hydrocéphalie, due à l’obstruction de l’aqueducde Sylvius, est actuellement rarement observée en <strong>Fr</strong>ance(< à 1 % des cas). Une dilatation ventriculaire uni ou bilatéraleen est le signe. Cliniquement, le périmètre crânienest augmenté, les fontanelles tendues. La microcéphalieliée à l’absence de développement cérébral est très rare.D’autres signes neurologiques sont possibles : hypotonie,convulsions, atteintes motrices, r<strong>et</strong>ard psychomoteur,anomalies. Les autres manifestations cliniques sont plusrares : prématurité, r<strong>et</strong>ard de croissance intra-utérin, atteintehépatique se traduisant par un ictère souvent associée àune hépatosplénomégalie, ascite fréquente dans les formesgénéralisées <strong>et</strong> constatée in utero, atteintes rénale,pulmonaire ou cardiaque (myocardite).Dans l’étude menée par Wallon <strong>et</strong> al. à Lyon, incluant327 enfants infectés, 71 % sont asymptomatiques. L’incidencede la choriorétinite chez les enfants traités avant <strong>et</strong>après la naissance pendant au moins un an est de 24 %;9 % des cas ont été diagnostiqués le premier mois de vie, lamoitié avant un an <strong>et</strong> 95 % avant 10 ans. 29 % des enfantsqui avaient une lésion choriorétinienne ont présenté unenouvelle lésion, 11 % ont des séquelles neurologiques [50].Une étude prospective a été menée pendant 20 ans, de1985 à 2005, au CHU de Toulouse. Elle porte sur 676 séroconversionsmaternelles traitées par la spiramycine <strong>et</strong>/oul’association pyriméthamine-sulfadoxine. Toutes ont eu unprélèvement de liquide amniotique ainsi qu’une surveillanceéchographique mensuelle. 666 enfants sont nés vivants<strong>et</strong> 112 (17 %) ont présenté une <strong>toxo</strong>plasmose congénitale.107 enfants ont pu être suivis pendant 99 ± 66 moisen moyenne. 74 % sont parfaitement asymptomatiques.26 % présentent une choriorétinite, périphérique dans79 % des cas <strong>et</strong> maculaire dans 21 % des cas. Un seulenfant a présenté une forme neurologique grave, n<strong>et</strong>tementaméliorée par le traitement antiparasitaire [7].Ainsi, la <strong>toxo</strong>plasmose congénitale apparaît comme unemaladie d’une très grande hétérogénéité clinique. À l’heureactuelle, le problème principal reste de prévenir leschoriorétinites qui surviennent des mois ou des annéesaprès la naissance.4. Prévention <strong>et</strong> traitement4.1. Prévention [1]Un programme français de prévention de la <strong>toxo</strong>plasmosecongénitale a été mis en place depuis 1978. Un dépistagesérologique systématique des femmes a été instauré dansle cadre de l’examen prénuptial (1978), puis au cours du1 er examen prénatal (1985). Depuis 1992, une surveillancesérologique mensuelle des femmes enceintes non immuniséesest obligatoire jusqu’à l’accouchement.4.1.1. La prévention primaire est essentielle <strong>et</strong> reposesur des règles prophylactiques hygiéno-diététiques. La1 re mesure a consisté en la diffusion aux médecins d’unecirculaire (27/09/1983) pour informer les femmes enceintesnon immunes sur les moyens de prévention de la <strong>toxo</strong>plasmose.Une étude de 1995 montre qu’il est nécessairede renforcer le programme de prévention primaire. Lesfemmes enceintes ne connaissent pas toujours les modesde contamination dans la <strong>toxo</strong>plasmose [3].Une liste de recommandations a été publiée dans leBull<strong>et</strong>in Épidémiologique Hebdomadaire en 1996 [3] <strong>et</strong>est schématisée dans la figure 4. Bien cuire la viande (bœuf, mouton, porc, cheval), c’està-direune cuisson d’au moins 65°C dans toute l’épaisseur44 // REVUE FRANCOPHONE DES LABORATOIRES - MAI 2008 - N°402


Figure 4 – Règles hygiéno-diététiques de prévention de la <strong>toxo</strong>plasmose.T. gondiiidans déjections du chat contaminéeau, litière, solInfection porc, mouton,bœuf…Prévention de la <strong>toxo</strong>plasmoseSe laver les mainsaprès contactavec la viande,avant les repasNe pas changerla litière du chatPorter des gantspour jardiner<strong>et</strong> lors de contactavec la terreManger cuits oupelés les fruits <strong>et</strong>légumes souilléspar de la terreConsommer biencuite laviandede porc, mouton,bœuf…ou congeléede la viande. Eviter la consommation de viande marinée,fumée ou grillée (comme cela peut être le cas pourle gibier). Lors de la préparation des repas : laver soigneusementles légumes <strong>et</strong> les plantes aromatiques surtout s’ils sontterreux <strong>et</strong> consommés crus. Laver soigneusement lesustensiles de cuisine, ainsi que le plan de travail. Se laverles mains après contact avec des légumes, des fruits ou dela viande crue avant de passer à table. Une bonne hygiènedes mains <strong>et</strong> des ustensiles de cuisine est importantepour éviter la transmission de la <strong>toxo</strong>plasmose pendantla <strong>grossesse</strong>. Lors des repas pris en dehors du domicile : éviter laconsommation de crudités <strong>et</strong> préférer les légumes cuits. Laviande doit être consommée bien cuite ou bien privilégierla consommation de volaille ou de poisson. Eviter les contacts directs avec les obj<strong>et</strong>s qui pourraientêtre contaminés par les excréments de chats (comme lesbacs des litières, la terre) <strong>et</strong> porter chaque fois des gantsen cas de manipulation de ces obj<strong>et</strong>s. Désinfecter les bacsdes litières de chat avec de l’eau de javel. Eviter le contact direct avec la terre <strong>et</strong> porter des gantspour jardiner. Se laver les mains après des activités dejardinage même si elles sont protégées par des gants.4.1.2. La prévention secondaire repose sur le dépistagedes séroconversions en cours de <strong>grossesse</strong>. Le décr<strong>et</strong>n° 92-144 du 14 février 1992 impose une surveillance sérologiquemensuelle des femmes enceintes séronégatives,depuis la déclaration de la <strong>grossesse</strong> jusqu’à l’accouchementdont l’objectif est de dépister une séroconversion. Enrevanche, toute patiente immunocompétente, immuniséeantérieurement à la <strong>grossesse</strong>, ne fait pas l’obj<strong>et</strong> d’unesurveillance sérologique particulière. Le diagnostic sérologiquedoit préciser la date de survenue de l’infestationmaternelle. Cela est essentiel car fréquence <strong>et</strong> gravité del’atteinte fœtale en dépendent. Un traitement immédiatpar la spiramycine doit être institué dès qu’une infectionde la mère est suspectée pour limiter la multiplication duparasite.4.1.3. La prévention tertiaire repose sur le dépistage des<strong>toxo</strong>plasmoses congénitales grâce au diagnostic prénatal,néonatal <strong>et</strong> postnatal.4.2. Traitement [1, 9, 16, 19, 25, 36]4.2.1. Les médicamentsUne des voies métaboliques de Toxoplasma gondii,commune à de nombreux protozoaires, est la voie de lasynthèse des folates. C<strong>et</strong>te voie fait intervenir deux enzymes,la déhydroptéroate synthétase <strong>et</strong> la dihydrofolateréductase (DHFR). Les sulfamides <strong>et</strong> la pyriméthamine,en inhibant ces enzymes, provoquent un blocage de lasynthèse de l’acide folique chez le parasite. Il en résulteune carence en folates responsable secondairement d’altérationsde la synthèse des bases puriques <strong>et</strong> de troublesde la division cellulaire.La pyriméthamine (Malocide ® ) antipaludéen de synthèsea une action antimétabolite en empêchant la transformationde l’acide folique en acide folinique par inhibition de laDHFR. La pyriméthamine est parasiticide sur les tachyzoïtesmais est inactive sur les kystes. Elle a une bonne diffusiontissulaire placentaire <strong>et</strong> méningée. Elle a aussi une synergied’action avec les sulfamides <strong>et</strong> certains macrolides. Sademi-vie longue perm<strong>et</strong> son association aux sulfamidesr<strong>et</strong>ard. C<strong>et</strong>te thérapeutique a une toxicité hématologique(anémie, leucopénie, thrombopénie) <strong>et</strong> doit s’accompagnerd’une surveillance biologique hebdomadaire. Ces eff<strong>et</strong>ssecondaires sont réversibles <strong>et</strong> peuvent être prévenus oucorrigés par l’acide folinique.Les sulfamides sont des antifoliques qui agissent eninhibant la synthèse d’acide folique par compétition de ladéhydroptéroate synthétase, autre étape du métabolismedes folates, ce qui explique la synergie avec la pyriméthamineIn vivo, les sulfamides les plus efficaces sont lasulfadiazine (Adiazine ® ) : sulfamide d’action rapide <strong>et</strong> lasulfadoxine : sulfamide r<strong>et</strong>ard.La pyriméthamine <strong>et</strong> les sulfamides agissent en synergiesur la voie de synthèse des folates. C<strong>et</strong> eff<strong>et</strong> synergiqueperm<strong>et</strong> d’utiliser un plus faible dosage de pyriméthamine<strong>et</strong> donc de limiter les risques hématotoxiques.REVUE FRANCOPHONE DES LABORATOIRES - MAI 2008 - N°402 // 45


L’association pyriméthamine (Malocide ® ) <strong>et</strong> sulfadiazine(Adiazine ® ) est la thérapeutique la plus active contre le<strong>toxo</strong>plasme. Elle augmente de 6 fois l’efficacité de la pyriméthaminesur le <strong>toxo</strong>plasme. Elle nécessite une surveillancehématologique hebdomadaire du fait de la toxicité sur lescellules hématopoïétiques. Le traitement doit être interrompuen cas de leucopénie, anémie ou thrombopénie. Ce phénomèneest réversible. L’association de la pyriméthamine <strong>et</strong>de sulfadoxine (Fansidar ® ), a la même toxicité que les précédentes<strong>et</strong> nécessite la même surveillance. La survenue d<strong>et</strong>roubles cutanés due à la sulfadoxine doit faire interromprele traitement (risque de syndrome de Lyell). Les sulfamidessont contre-indiqués s’il existe une allergie, une leucopénieou un déficit en glucose 6 phosphodeshydrogénase.L’acide folinique est donné per os <strong>et</strong> exerce une actionpréventive sur les eff<strong>et</strong>s secondaires hématologiques.La spiramycine (Rovamycine ® ) est un antibiotique macrolideutilisée depuis plus de 30 ans. Elle a une action parasitostatique: elle agirait sur les ribosomes <strong>et</strong> aurait uneaction inhibitrice mais non lytique. Elle est active sur lestachyzoïtes. Sa concentration tissulaire dans le placentaest remarquable <strong>et</strong> elle franchit la barrière fœto-placentaire.Elle ne diffuse pas dans le parenchyme cérébral.4.2.2. Indications d’un traitement4.2.2.1. Toxoplasmose de la femme enceinteL’administration de spiramycine à la dose de 9 millionsd’unités/jour en 3 prises, sans interruption jusqu’à la fin dela <strong>grossesse</strong>, est entrepris chez toute femme suspecte de<strong>toxo</strong>plasmose. Ce traitement est bien toléré chez la mère<strong>et</strong> ne présente pas de toxicité fœtale. Son efficacité sur latransmission materno-fœtale est contestée [44]. L’administrationde pyriméthamine <strong>et</strong> de sulfamide est indiquée en casde contamination fœtale prouvée par le diagnostic prénatal[14]. Le traitement par la spiramycine ou la pyriméthaminesulfamidedans les 4 semaines suivant la contaminationréduit le risque de lésions intracrâniennes [30].4.2.2.2. Toxoplasmose congénitaleQuel que soit l’aspect de la maladie, la <strong>toxo</strong>plasmosecongénitale objectivée par le diagnostic prénatal <strong>et</strong> néonatalimpose un traitement en continu associant pyriméthamine<strong>et</strong> sulfamides, d’au minimum un an. Plusieurs études cliniquesont démontré l’efficacité de c<strong>et</strong>te thérapeutiquesur l’apparition des lésions oculaires <strong>et</strong> l’évolution dessymptômes cliniques [1, 25, 30, 36, 48].On observe toutefois des choriorétinites, malgré un traitementdes fœtus infectés. Cela peut s’expliquer par le délai relativementlong entre la contamination maternelle <strong>et</strong> le diagnosticd’infection fœtale instituant un traitement tardif.5. Diagnostic biologiquede la <strong>toxo</strong>plasmose acquise<strong>et</strong> congénitale5.1. Diagnostic de l’infection maternelleIl repose sur les examens sérologiques dont la détectiondes anticorps IgG <strong>et</strong> IgM. La sérologie de la <strong>toxo</strong>plasmoseétant rarement pratiquée avant une <strong>grossesse</strong>, des difficultéspersistent pour l’interpréter. Il faut rappeler qu’ilest inutile de faire une nouvelle sérologie si l’immunité estacquise antérieurement à la <strong>grossesse</strong> <strong>et</strong> qu’Il faut pratiquer2 sérologies à 3 semaines d’intervalle pour fournirune interprétation. La nomenclature des actes de biologiemédicale (arrêté du 25 /04/1995) fixe les conditions deréalisation <strong>et</strong> la cotation des actes.5.1.1. Techniques de mise en évidencedes anticorps [9, 11, 27, 29, 32, 37, 40]De nombreuses méthodes dont les tests immunoenzymatiquessont proposées au biologiste sur la détectiondes anticorps IgG <strong>et</strong> IgM <strong>et</strong> de plus en plus automatisées.Elles détectent des anticorps dirigés contre des antigènesde membrane du parasite notamment la protéine P 30 <strong>et</strong>contre des antigènes solubles cytoplasmiques.5.1.1.1. Détection des IgG spécifiquesLes méthodes doivent être sensibles pour détecter lesanticorps synthétisés en début d’infection mais égalementles taux résiduels <strong>et</strong> spécifiques pour conclure avec certitudeà une immunité. Les résultats sont exprimés en unitésinternationales. Chaque fabricant réalise son étalonnagepar rapport à un sérum étalon international OMS. Malgréc<strong>et</strong> étalonnage, les résultats ne sont pas superposablesd’un réactif à un autre, ce qui est une difficulté pour interpréterles sérologies. La nature des antigènes, le mode derévélation expliquent ces différences. Le titre des anticorps,quel qu’en soit la valeur, doit être indiqué même en dessousdu seuil de spécificité pour interpréter correctementles variations observées dans le suivi.5.1.1.2. Détection des IgM spécifiquesLes méthodes immunoenzymatiques <strong>et</strong> le test ISAGA(immunosorbent agglutination assay) sont les plus utilisés.L’immunofluorescence est plus rarement pratiquée du faitdes difficultés de lecture <strong>et</strong> du manque de sensibilité. Laspécificité des réactifs commercialisés n’est pas excellente.Aucun test de détection des IgM n’a une spécificitéde 100 %, le maximum observé étant de 92 % ; le test leplus sensible l’ISAGA (100 %) a seulement une spécificitéde 61 %. Les IgM sont détectées pratiquement dans tousles cas de séroconversion lorsque l’on utilise une techniquesensible par immunocapture. On ne détecterait pasd’IgM dans 1 % des cas suite à une séroconversion. Lesfaux positifs sont fréquemment liés à la présence d’immunoglobulinesdénommées anticorps naturels révélantdes antigènes du <strong>toxo</strong>plasme [17, 39]. Ces anticorps nepeuvent pas être différenciés des IgM spécifiques maissont absents du sang du nouveau-né.Le test de mesure de l’avidité des IgG est une méthodecomplémentaire pour dater l’infection [35]. La force deliaison des anticorps vis-à-vis des antigènes est mesuréepar méthodes immunoenzymatiques. Au cours de la réponseimmunitaire, on observe une augmentation progressivede l’avidité des IgG. L’introduction au cours du test d’unagent perturbant la liaison antigène-anticorps, habituellementl’urée, a peu d’eff<strong>et</strong> sur la liaison des anticorps deforte avidité mais dissocie celle de faible avidité. Ce sontdes méthodes non standardisées. Différents facteurs,individuels, institution d’un traitement interfèrent dans la46 // REVUE FRANCOPHONE DES LABORATOIRES - MAI 2008 - N°402


Figure 7 – Immunoblot.Aimmunoblot positifIgGM CIgMM CComparaison des profils immunologiques révélés parimmunoblot pour le diagnostic de <strong>toxo</strong>plasmose congénitaleSang maternel (M) – Sang de cordon (C)A. Profil immunologique différent sérum maternel <strong>et</strong> sang de cordon :présence d’anticorps IgG <strong>et</strong> IgM néosynthétisés par le fœtus.B. Profil immunologique identique sérum maternel <strong>et</strong> sang de cordon :absence d’anticorps IgG <strong>et</strong> IgM néosynthétisés par le fœtus.5.2. Dépistage de la <strong>toxo</strong>plasmosecongénitale : diagnostic prénatal,néonatal <strong>et</strong> postnatalIl concerne les enfants dont la mère a contracté la<strong>toxo</strong>plasmose durant la <strong>grossesse</strong> [9, 47].5.2.1. Dépistage de l’infection in uteroIl comporte un suivi échographique mensuel <strong>et</strong> un diagnosticprénatal (DPN) établi par amniocentèse dès la18 e semaine d’aménorrhée. Il est pratiqué pour dépisterl’infection fœtale <strong>et</strong> traiter in utero le fœtus. Il associe larecherche du parasite dans le liquide amniotique (LA) parinoculation à la souris <strong>et</strong> techniques de biologie moléculaire(PCR). Le décr<strong>et</strong> n° 95-559 du 6 mai 1995 préciseles dispositions légales relatives aux analyses de biologiepratiquées en vue d’établir un diagnostic prénatal in utero.Une autorisation ministérielle est nécessaire au laboratoire<strong>et</strong> au praticien pour ce diagnostic. Un consentement écritdes patientes est requis. Les copies doivent être adresséesau praticien réalisant les analyses <strong>et</strong> doivent être conservéesavec le compte rendu (J.O., arrêté du 12 /11/ 1997).5.2.1.1. Mise en évidence d’ADN <strong>toxo</strong>plasmiqueLa réaction de polymérisation en chaîne (PCR) a été appliquéeau diagnostic de la <strong>toxo</strong>plasmose depuis plus de10 ans [31]. Les méthodes ne sont pas standardisées <strong>et</strong>diffèrent, suivant les équipes, au niveau de l’extraction del’ADN, du choix du gène cible, des séquences d’amorces<strong>et</strong> des sondes, ce qui peut expliquer les différences desensibilité [41, 43, 46]. La majorité des équipes amplifieune séquence répétée 35 fois du gène B1 ou une séquenceBimmunoblot négatifIgGM CIgMM CRE répétée 200 à 300 fois plus sensible que B1 [12]. LaPCR en temps réel appliqué à ce diagnostic par Costa<strong>et</strong> al. est un processus automatisé basé sur la détection<strong>et</strong> la quantification d’un ém<strong>et</strong>teur fluorescent directementproportionnel à la quantité d’amplicons générés pendantla PCR [13]. Elle est rapide (moins de 2 h) <strong>et</strong> reproductible.L’absence de manipulation post-PCR réduit le risque decontamination par les amplicons. Elle perm<strong>et</strong> de quantifierl’ADN amplifié <strong>et</strong> d’estimer la charge parasitaire du LA quiest variable, dans 46 % des cas 100 <strong>toxo</strong>/ml dont8 % > 1000 /ml. Une charge parasitaire élevée est un signed’infection sévère [43].5.2.1.2. Isolement du <strong>toxo</strong>plasmepar inoculation à la sourisC<strong>et</strong>te technique fut la première utilisée pour ce diagnostic.Le culot de centrifugation de liquide amniotique est inoculé àdes souris par injection intrapéritonéale. Des contrôles sonteffectués 4 <strong>et</strong> 6 semaines après <strong>et</strong> l’infection est prouvée parla présence de kystes au niveau du cerveau des souris. Elleconfirme les résultats obtenus par PCR <strong>et</strong> perm<strong>et</strong> d’isolerles souches pour des études épidémiologiques.La technique PCR a une meilleure sensibilité que l’inoculationà la souris [9, 31]. Toutefois, dans 10 à 30 % des études, lediagnostic anténatal est négatif alors que l’enfant est infectéjustifiant la poursuite du traitement par la spiramycine jusqu’àl’accouchement.5.2.2. Le dépistage néonatalIl comporte, outre le bilan clinique <strong>et</strong> paraclinique (examendu fond d’œil <strong>et</strong> échographie transfontanellaire), un bilanbiologique avec la détection du parasite dans le placenta<strong>et</strong> le sang de cordon <strong>et</strong> un bilan sérologique sur le sangdu cordon avec détection des anticorps IgG, IgM <strong>et</strong> IgA[8, 45]. Le diagnostic parasitologique associe la détectiondu parasite dans le placenta <strong>et</strong> le sang de cordon parPCR <strong>et</strong> inoculation à la souris (12, 26, 41]. Les techniquessérologiques utilisées dans le dépistage de la <strong>toxo</strong>plasmoseacquise ne sont pas toutes adaptées à ce diagnostic.Seuls, les tests par immunocapture des IgM ou desIgA validés pour ce diagnostic doivent être pratiqués. Encas de tests positifs pour les IgM ou les IgA, il faut confirmerle résultat sur le sang du nouveau-né prélevé avant le10 e jour. Des tests analytiques complémentaires commela comparaison des profils immunologiques mère-enfantimmunoblot (figure 7) ou ELIFA perm<strong>et</strong>tent de m<strong>et</strong>tre enévidence la synthèse d’anticorps IgG <strong>et</strong> IgM par l’enfant [38,42]. La présence d’anticorps néosynthétisés dans le sérumdu nouveau-né est la preuve absolue de l’atteinte congénitale<strong>et</strong> doit conduire au traitement de l’enfant. La présence desisotypes dépend du moment de la contamination maternelle[8, 15, 28]. Pour les séroconversions maternelles du premier<strong>et</strong> du deuxième trimestre, ce sont les IgA qui sont le plusfréquemment détectées alors que les IgM spécifiques lesont plus souvent pour des infections du troisième trimestre.Ces deux tests doivent être associés. Dans 30 % des casenviron, c<strong>et</strong>te recherche est négative bien que l’enfant soitcontaminé [49]. En associant les méthodes de diagnosticparasitologique <strong>et</strong> sérologique, le diagnostic de l’infectionest porté dans la majorité des cas [10, 26, 41].48 // REVUE FRANCOPHONE DES LABORATOIRES - MAI 2008 - N°402


[13] Costa J.M., Ernault P., Gautier E., Br<strong>et</strong>agne S., Prenatal diagnosisof congenital <strong>toxo</strong>plasmosis by duplex real-time PCR using fluorescenceresonance energy transfer hybridization probes, Prenat. Diagn. 21(2)(2001) 85-88.[14] Couvreur J, Thulliez P, Daffos F, Aufrant C., Bompard Y., Gesquiere A.,Desmonts G., Fœtopathie <strong>toxo</strong>plasmique : traitement in utero par l’associationde pyriméthamine-sulfamides, Arch. Pediatr. 48 (1991) 397-403.[15] Decoster A., Darcy A., Caron A., Capron A., IgA antibodies againstP30 as markers of congenital and acute <strong>toxo</strong>plasmosis, Lanc<strong>et</strong>, 2(1988) 1104-1106.[16] Derouin F., Drug effective against Toxoplasma gondii. Present statusand future. In: Congenital <strong>toxo</strong>plasmosis, Ambroise-Thomas P.,P<strong>et</strong>ersen E. Ed., Springer-Verlag Ed., Paris, 1999, 95-100.[17] Desmonts G., Baufine-Ducrocq H., Couzineau P., Peloux Y.,Anticorps <strong>toxo</strong>plasmiques naturels, Nouv. Presse Méd. 3 (1974) 1547-1549.[18] Desmonts G., Couvreur J., Toxoplasmose congénitale : étudeprospective de l’issue de la <strong>grossesse</strong> chez 542 femmes atteintes de<strong>toxo</strong>plasmose acquise au cours de gestation, Ann. Pediatr. 31 (1984)805-809.[19] Dorangeon P.H., Fay R., Marx-Chemla C., Leroux B., Harika G.,Dupouy D., Quereux C., Choisy H., Pinon J.M., Wahl P., Passage transplacentairede l’association pyriméthamine-sulfadoxine lors du traitementanténatal de la <strong>toxo</strong>plasmose congénitale, Presse Méd.19 (44)(1990) 2036.[20] Dubey J.P, Beattie C.P., Toxoplasmosis of animals and man, Ed.CRC Press, Boca Raton Florida (USA), 1988.[21] Dubey J.P., Lindsay D.S., Speer C.A., Structures of Toxoplasmagondii tachyzoïtes. Bradyzoïtes and sporozoïtes and biology and developmentof tissues cysts, Clin. Microbiol. <strong>Rev</strong>. 11(2) (1998) 267-299.[22] Dubey J.P., Toxoplasmosis - a waterborne zoonosis, V<strong>et</strong>. Parasitol.9 126(1-2) (2004) 57-72.[23] Dunn D., Newell M.L., Gilbert R., Mok J., P<strong>et</strong>ersen E., Peckham C.,Low incidence of congenital <strong>toxo</strong>plasmosis in children born to womeninfected with human immunodeficiency virus, Eur. J. Obst. Gynecol. 68(1996) 93-96.[24] Dunn D., Wallon M., Peyron F., P<strong>et</strong>ersen E., Peckham C., Gilbert R.,Mother-to-child transmission of <strong>toxo</strong>plasmosis: risk estimates for clinicalcounselling, Lanc<strong>et</strong> 29 353(9167) (1999) 1829-1833.[25] Foulon W., Villena I., Stray-Pedersen B., Decoster A., Lappalainen M.,Pinon J.M., Jenum P.A., Hedman K., Naessens A., Treatment of <strong>toxo</strong>plasmosisduring pregnancy: a multicenter study of impact on f<strong>et</strong>altransmission and children’s sequelae at age 1 year, Am. J. Obst<strong>et</strong>.Gynecol. 180 (1999) 410-415.[26] <strong>Fr</strong>icker-Hidalgo H., Brenier-Pinchart M.P., Schaal J.P., Equy V.,Bost-Bru C., Pelloux H., Value of Toxoplasma gondii d<strong>et</strong>ection in onehundred thirty-three placentas for the diagnosis of congenital <strong>toxo</strong>plasmosis,Pediatr. Infect. Dis. J. 26(9) (2007) 845-846.[27] Garry D.J., Elimian A., Wiencek V., Baker D.A., Commerciallaboratory IgM testing for Toxoplasma gondii in pregnancy: a 20-yearexperience, Infect. Dis. Obst<strong>et</strong>. Gynecol. 13(3) (2005) 151-153.[28] Gilbert R.E., Thalib L., Tan H.K., Paul M., Wallon M., P<strong>et</strong>ersenE.; European multicentre study on congenital <strong>toxo</strong>plasmosis,Screening for congenital <strong>toxo</strong>plasmosis : accuracy of immunoglobulin Mand immunoglobulin A tests after birth, J. Med. Screen. 14(1) (2007) 8-13.[29] Gras L., Gilbert R.E., Wallon M., Peyron F., Cortina-Borja M.,Duration of the IgM response in women acquiring Toxoplasma gondiiduring pregnancy: implications for clinical practice and cross-sectionalincidence studies, Epidemiol. Infect. 132(3) (2004) 541-548.[30] Gras L., Wallon M., Pollak A., Cortina-Borja M., Evengard B., HaydeM., P<strong>et</strong>ersen E., Gilbert R., European multicenter study on congenital<strong>toxo</strong>plasmosis, Association b<strong>et</strong>ween prenatal treatment and clinicalmanifestations of congenital <strong>toxo</strong>plasmosis in infancy: a cohort study in13 European centres, Acta Paediatr. 94(12) (2005) 1721-1731.[31] Hohlfeld P., Daffos F., Costa J.M., Thulliez Ph., Forestier F., VidaudM., Prenatal diagnosis of congenital <strong>toxo</strong>plasmosis with a polymerasechain reaction test on amniotic fluid, N. Engl. J. Med. 331(11) (1994)695-699.[32] Jenum P.A., Stray-Pedersen B., Development of specific immunoglobulinsG, M, and A following primary Toxoplasma gondii infection inpregnant women, J. Clin. Microbiol. 36(10) (1998) 2907-2913.[33] Lebas F., Ducrocq S., Mucignat V., Paris L., Mégier P., BaudonJ.J., Gold F., Congenital <strong>toxo</strong>plasmosis: a new case of infection duringpregnancy in an previously immunized and immunocomp<strong>et</strong>ent woman,Arch. Pediatr. 11(8) (2004) 926-928.[34] Lefevre-P<strong>et</strong>tazzoni M., Le Cam S., Wallon M., Peyron F., Delayedmaturation of immunoglobulin G avidity: implication for the diagnosis of<strong>toxo</strong>plasmosis in pregnant women, Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis.25(11) (2006) 687-693.[35] Lecolier B., Pucheu B., Intérêt de l’étude de l’avidité des IgG pour lediagnostic de la <strong>toxo</strong>plasmose, Pathol. Biol. 41(2) (1993) 155-158.[36] McLeod R., Boyer K., Karrison T., Kristen Kasza K., Swisher C.,Roizen N., Jalbrzikowski J., Remington J., Heydemann P., NobleA.G., M<strong>et</strong>s M., Holfels E., Withers S., Latkany P., Meier P.,19 for theToxoplasmosis study group outcome of treatment for congenital <strong>toxo</strong>plasmosis,1981-2004: the National collaborative Chicago-based,congenital <strong>toxo</strong>plasmosis study, Clin. Infect. Dis. 42 (2006) 1383-1394.[37] P<strong>et</strong>ersen E, Toxoplasmosis, Semin. F<strong>et</strong>al. Neonatal. Med. 12(3)(2007) 214-23. Epub (2007) 23.[38] Pinon J.M., Dumon H., Chemla C., <strong>Fr</strong>anck J., P<strong>et</strong>ersen E., LebechM., Zuffery J., Bessières M.H., Marty P., Holliman R., Johnson J., LuyasuV., Lecolier B., Guy E., Joynson D.H.M., Decoster A., Enders G., PellouxH., Candolfi E., Strategy for diagnosis of congenital <strong>toxo</strong>plasmosis :evaluation of m<strong>et</strong>hods comparing mothers and newborns and standardm<strong>et</strong>hods for postnatal d<strong>et</strong>ection of immunoglobulin G, M and A antibodies,J. Clin. Microbiol. 39(6) (2001) 2267-2271.[39] Potasmann I., Araujo F.G., Remington J.S., Toxoplasma antigensrecognized by naturally occurring human antibodies, J. Clin. Microbiol.24 (1986) 1050-1054.[40] Roberts A., Hedman K., Luyasu V., Zufferey J., Bessières M.H.,Blatz Rm., Candolfi E., Decoster A., Enders G., Gross U., Guy E., HaydeM., Ho Yen D., Johnson J., Lecolier B., Naessens A., Pelloux H., ThulliezP., P<strong>et</strong>ersen E., Multicenter evaluation of strategies for serodiagnosisof primary infection with T. gondii, Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis. 20(2001) 467-474.[41] Robert-Gangneux F., Gavin<strong>et</strong> M.F., Ancelle T., Raymond J., Tourte-Schaeffer C., Dupouy-Cam<strong>et</strong> J. Value of prenatal diagnosis and earlypostnatal diagnosis of congenital <strong>toxo</strong>plasmosis : r<strong>et</strong>rospective studyof 110 cases, J. Clin. Microbiol. 37(9) (1999) 2893-2898.[42] Robert-Gangneux F., Commerce V., Tourte-Schaefer C., Dupouy-Cam<strong>et</strong> J., Performance of a Western blot assay to compare mother andnewborn anti-Toxoplasma antibodies for the early neonatal diagnosisof congenital <strong>toxo</strong>plasmosis, Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis. 18(9)(1999) 648-654.[43] Romand S., Wallon M., <strong>Fr</strong>anck J., Thulliez P., Peyron F., Dumon H.,Prenatal diagnosis using polymerase chain reaction on amniotic fluid forcongenital <strong>toxo</strong>plasmosis, Obst<strong>et</strong>. Gynecol. 97(2) (2001) 296-300.[44] SYROCOT (Systematic review on congenital <strong>toxo</strong>plasmosis) studygroup, Thiébaut R., Leproust S., Chêne G., Gilbert R., Effectiveness ofprenatal treatment for congenital <strong>toxo</strong>plasmosis: a m<strong>et</strong>a-analysis ofindividual patients’ data, Lanc<strong>et</strong>. 369(9556) (2007) 115-122.[45] Tenter A.M., Heckeroth A.R., Weiss L.M., Toxoplasma gondii: fromanimals to humans, Int. J. Parasitol. 30(12-13) (2000) 1217-1258.[46] Thalib L., Gras L., Romand S., Prusa A., Bessières M.H., P<strong>et</strong>ersenE., Gilbert R.E., Prediction of congenital <strong>toxo</strong>plasmosis by polymerasechain reaction analysis of amniotic fluid, BJOG 112(5) (2005) 567-574.[47] Thulliez P., Romand S., Toxoplasmose, infections virales <strong>et</strong> <strong>toxo</strong>plasmosematerno-fœtales, Prise en charge clinicobiologique, Grangeot-Keros L., Audibert, Coll. Medibio, Elsevier, Paris, 2001, 101-114.[48] Villena I., Aubert D., Leroux B., Dupouy D., Talmud M., Chemla C.,Trenque T., Schmit G., Quereux C., Guenounou M., Pluot M., BonhommeA., Pinon J.M., Pyrim<strong>et</strong>hamine-sulfadoxine treatment of congenital<strong>toxo</strong>plasmosis : follow – up of 78 cases b<strong>et</strong>ween 1980 and 1997. Reims<strong>toxo</strong>plasmosis group, Scand. J. Infect. Dis. 30(3) (1998) 295-300.[49] Wallon M., Dunn D., Slimani D., Girault V., Gay-Andrieu F., PeyronF., Diagnosis of congenital <strong>toxo</strong>plasmosis at birth: what is the value oftesting for IgM and IgA?, Eur. J. Pediatr. 158(8) (1999) 645-649.[50] Wallon M., Kodjikian L., Binqu<strong>et</strong> C.M., Garweg J., Fleury J., QuantinC., Peyron F., Long-term ocular prognosis in 327 children with congenital<strong>toxo</strong>plasmosis, Pediatrics 113(6) (2004) 1567-1572.50 // REVUE FRANCOPHONE DES LABORATOIRES - MAI 2008 - N°402

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