Innovations agricoles au service du développement durable
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08.11.2014 Views

Bien qu’elle soit utilisée depuis longtemps, il n’y a pas eu d’évaluation génétique exhaustive de la base de ressources génétiques existantes de l’A. senegal au Kenya en vue d’une amélioration de l’essence. Plusieurs études ont été menées à l’aide d’iso-enzymes (Fagg et Allison, 2004) et de différents marqueurs moléculaires (Chiveu et al., 2008 ; Assoumane et al., 2009 ; Omondi et al., 2009). Toutefois, la plupart de ces études ont utilisé de petites populations et peu nombreuses sont celles qui décrivent les variétés utilisées. Les efforts pour conserver le matériel génétique de l’A. senegal seraient utiles pour une utilisation efficace des ressources et pour améliorer la production et la qualité de gomme. La présente étude a été entreprise dans le but d’évaluer la diversité génétique des populations de variétés de A. senegal au Kenya, en utilisant des marqueurs de répétition de séquences inter-simples (ISSR) et de microsatellites chloroplastiques (cpSSR), qui seront cruciaux pour l’élaboration de stratégies appropriées pour l’amélioration, l’exploitation durable et la conservation des ressources génétiques. Innovations agricoles au service du développement Matériels et méthodes Sept populations ont été sélectionnées pour représenter les populations kényanes en termes de variété putative, de production potentielle de gomme et d’altitude (Fig. 1). Trente échantillons par population ont été sélectionnés pour l’ISSR et huit échantillons par population pour le cpSSR, ce qui donne, au total, respectivement 210 et 56 arbres individuels. L’AND génomique total a été isolé à l’aide d’une méthode modifiée de bromure de cétyltriméthylammonium (CTAB) telle que décrite par Fernández et al. (2000). Quinze amorces d’ISSR ont été sélectionnées au départ et les sept meilleures amorces polymorphiques ont été retenues. Des réactions ont été effectuées dans un volume de 25 µl composé d’environ 20 ng d’ADN et de 10 µm d’apprêt d’amorce dans des perles PCR de puReTaq prêt à l’emploi (GE Healthcare, Buckinghamshire, Royaume-Uni). Des amplifications ont été effectuées à l’aide d’un thermocycleur TECHNE TC-412 (Bibby Scientific Ltd, Staffordshire, Royaume-Uni) dans les conditions suivantes : à 94°C pendant 5 min, à 94°C pendant 30 s, à 52°C pendant 45 s, à 72°C pendant 2 min (42 cycles), avec une extension finale à 72°C pendant 10 min. L’électrophorèse a été effectuée sur 2 % de gels d’agarose en utilisant un tampon d’acide édétique (EDTA) (0,5×). Les gels ont été photographiés à l’aide du système d’imagerie Gel LOGIC 200 (Kodak MI SE, Rochester, New York, États-Unis) et les fragments ont été estimés par rapport à une échelle d’ADN de 100 bp. Des loci de microsatellites chloroplastiques mis au point par Weising et Gardner (1999) ont été utilisés pour identifier les génotypes des populations. Après l’examen initial avec plusieurs paires d’amorce, seules deux paires d’amorces universelles ont produit les amplicons clairs des tailles escomptées dans les populations. Les amplifications ont été exécutées dans un volume de 13 µl contenant 0,3 µm de chaque amorce, 1 polymérase d’ADN U Taq (Gibco, Invitrogène), 200 µm de chaque dNTP, 1 x tampon de réaction, 3,25 µg d’albumine de sérum bovin et 10 ng d’ADN matrice. Les amplifications ont été effectuées à l’aide d’un thermocycleur TECHNE TC-412 (Bibby) dans les conditions suivantes : à 96°C pendant 2 min, à 94°C pendant 1 min, à 56°C pendant 1 min, à 72°C pendant 1 min (30 cycles), avec une extension finale à 72°C pendant 30 min. L’électrophorèse a été effectuée sur 8 % de gel polyacrylamide non dénaturant dans une unité d’éltrophorèse Hoefer SE600 (Leicestershire, Royaume- Uni) en utilisant un tampon d’acide Tris-Borate-EDTA (1x). Tous les individus ont été caractérisés pour déterminer l’haplotype de cpDNA aux deux loci par rapport à une norme de 1 kb (Microzone, Buckinghamshire, Royaume-Uni). Les bandes ont été utilisées pour assigner des loci pour chaque amorce et notées comme étant présentes (1) ou absentes (0). Les paramètres génétiques pour chaque population ont été dérivés à l’aide du logiciel Popgene 3.2 (Yeh et al., 1999) en présumant un équilibre de Hardy–Weinberg. La matrice de distance génétique a été utilisée pour produire la diversité des arbres à l’aide d’une méthode de paire-groupe non pondérée avec la moyenne arithmétique (UPGMA) (Yeh et al., 1999). L’analyse de variance moléculaire (AMOVA) a été exécutée à l’aide de GenALEx version 6 (Peakall et Smouse, 2006). 32

34 0 0’0”E 36 0 0’0”E 38 0 0’0”E 40 0 0’0”E 4 0 0’0”S 2 0 0’0”S 0 0 0’0” 2 0 0’0”N 4 0 0’0”N Victoria Legend Turkuna Naivasha Senegal Kerensis Leiorhachis Lacs Magadi Logipi Namakat Bogoria Ngarendare Kulamawe Daaba Ntumburi Banngo Nakuru Elementela Magadi Kajiado Kibwezi W N S E 4 0 0’0”S 2 0 0’0”S 0 0 0’0” 2 0 0’0”N 4 0 0’0”N Échelle 1:5 000 000 34 0 0’0”E 36 0 0’0”E 38 0 0’0”E 40 0 0’0”E 42 0 0’0”E Figure 1. Situation géographique des sept sites d’étude représentant les variétés de A. senegal au Kenya Résultats Les sept amorces d’ISSR ont produit un total de 203 fragments notables, de 200 à 1450 bp, dont 56,53 % étaient polymorphiques chez tous les 210 arbres. La diversité génétique moyenne de Nei (H) (Nei, 1973) pour toutes les populations, déterminée à partir de l’ISSR, était de 0,211, avec un polymorphisme de pourcentage moyen de 70,80 % (Tableau 1). La plus forte diversité génétique et le nombre le plus élevé de loci polymorphes ont été identifiés chez les populations de Ngarendare, de Kibwezi et de Daaba – représentant toutes des variétés de kerensis, tandis que la plus faible diversité a été identifiée chez les populations de Ntumburi et de Kajiado, représentant toutes deux la variété senegal. Les femmes dans les concours scientifiques 33

34 0 0’0”E 36 0 0’0”E 38 0 0’0”E<br />

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Échelle 1:5 000 000<br />

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Figure 1. Situation géographique des sept sites d’étude représentant les variétés de A. senegal <strong>au</strong> Kenya<br />

Résultats<br />

Les sept amorces d’ISSR ont pro<strong>du</strong>it un total de 203 fragments notables, de 200 à 1450 bp, dont 56,53 % étaient polymorphiques<br />

chez tous les 210 arbres. La diversité génétique moyenne de Nei (H) (Nei, 1973) pour toutes les populations, déterminée à partir de<br />

l’ISSR, était de 0,211, avec un polymorphisme de pourcentage moyen de 70,80 % (Table<strong>au</strong> 1). La plus forte diversité génétique et le<br />

nombre le plus élevé de loci polymorphes ont été identifiés chez les populations de Ngarendare, de Kibwezi et de Daaba –<br />

représentant toutes des variétés de kerensis, tandis que la plus faible diversité a été identifiée chez les populations de Ntumburi et<br />

de Kajiado, représentant toutes deux la variété senegal.<br />

Les femmes dans les concours scientifiques<br />

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