THESE DOCTORAT en SCIENCES VALORISATION ET ...
THESE DOCTORAT en SCIENCES VALORISATION ET ...
THESE DOCTORAT en SCIENCES VALORISATION ET ...
You also want an ePaper? Increase the reach of your titles
YUMPU automatically turns print PDFs into web optimized ePapers that Google loves.
REPUBLIQUE ALGERIENNE DEMOCRATIQUE <strong>ET</strong> POPULAIRE<br />
MINISTERE DE L'ENSEIGNEMENT SUPERIEUR <strong>ET</strong> DE LA RECHERCHE SCIENTIFIQUE<br />
N° d'ordre:…………..<br />
Série: ……………….<br />
UNIVERSITE MENTOURI-CONSTANTINE<br />
FACULTE DES <strong>SCIENCES</strong><br />
DEPARTEMENT DE CHIMIE<br />
<strong>THESE</strong><br />
PRESENTEE A L'UNIVERSITE MENTOURI- CONSTANTINE<br />
POUR L'OBTENTION DU TITRE DE<br />
<strong>DOCTORAT</strong> <strong>en</strong> <strong>SCIENCES</strong><br />
SPECIALITE: CHIMIE ORGANIQUE<br />
OPTION: PHYTOCHIMIE<br />
Prés<strong>en</strong>té par<br />
Brahim Harkati<br />
THEME<br />
<strong>VALORISATION</strong> <strong>ET</strong> IDENTIFICATION STRUCTURALE DES<br />
PRINCIPES ACTIFS DE LA PLANTE DE LA FAMILLE<br />
ASTERACEAE: Scorzonera Undulata.<br />
Sout<strong>en</strong>ue le 17 janvier 2011<br />
Devant la commission d'exam<strong>en</strong>:<br />
K. Medjroubi Prof. Université M<strong>en</strong>touri, Constantine Présid<strong>en</strong>t<br />
S. Akkal Prof. Université M<strong>en</strong>touri, Constantine Rapporteur<br />
M-G. Dijoux-Franca Prof. Université de Lyon, France Co-<strong>en</strong>cadreur<br />
N. Ghuerraf MC Université larbi b<strong>en</strong> M'hidi, Oum El- Bouaghi Examinateur<br />
D. Harzallah Prof Université Ferhat Abbas, Sétif Examinateur
Dédicace<br />
Cette thèse est dédiée à :<br />
A la mémoire de ma mère<br />
A mon père<br />
A ma femme et mes <strong>en</strong>fants
Remerciem<strong>en</strong>ts<br />
Je ti<strong>en</strong>s tout d’abord à remercier mon directeur de thèse, Monsieur le Professeur<br />
AKKAL Salah pour m’avoir accueilli au sein de son groupe de recherche et permis de faire<br />
mon travail de thèse dans l’<strong>en</strong>vironnem<strong>en</strong>t stimulant d’un groupe de recherche très<br />
dynamique. Je le remercie égalem<strong>en</strong>t de m’avoir donné la possibilité de prés<strong>en</strong>ter mes<br />
résultats dans une publication sci<strong>en</strong>tifique.<br />
J’ai eu la chance et aussi le plaisir d’effectuer ce travail de recherche dans le laboratoire<br />
de Botanique et Pharmacognosie, faculté de médecine et pharmacie de Lyon France dirigé par<br />
le professeur M-G<strong>en</strong>eviève Dijoux-Franca. Je ti<strong>en</strong>s à lui exprimer mes sincères<br />
remerciem<strong>en</strong>ts pour m’avoir accueilli au sein du laboratoire de pharmacognosie, pour m’avoir<br />
fait confiance et m’avoir permis de réaliser ce travail dans de meilleures conditions tout <strong>en</strong> me<br />
laissant une grande liberté, pour son souti<strong>en</strong> et sa grande générosité. Je le remercie égalem<strong>en</strong>t<br />
d’avoir accepté de faire partie de mon jury de thèse.<br />
Mes vifs remerciem<strong>en</strong>ts vont égalem<strong>en</strong>t à Monsieur le professeur Kamel Medjroubi de<br />
l’Université M<strong>en</strong>touri de Constantine pour le grand honneur qu’il nous a fait <strong>en</strong> acceptant de<br />
présider le jury de ma sout<strong>en</strong>ance de thèse de doctorat.<br />
J’aimerais égalem<strong>en</strong>t remercier Monsieur le Professeur D. Harzallah de l’Université de<br />
Sétif pour avoir accepté de faire partie de mon jury de thèse.<br />
J’adresse égalem<strong>en</strong>t mes remerciem<strong>en</strong>ts à Monsieur Nour-eddinne Gherraf Maître de<br />
confér<strong>en</strong>ces à l’Université de Oum El Bouaghi pour avoir accepté de juger ce travail.<br />
Je remercie sincèrem<strong>en</strong>t Monsieur le Professeur Hocine Laouar de l’Université de Sétif<br />
pour l’id<strong>en</strong>tification du matériel végétal.<br />
Je remercie sincèrem<strong>en</strong>t madame Christine bayat ingénieur du laboratoire de Botanique<br />
et Pharmacognosie de la faculté de médecine et pharmacie de Lyon, qui m’a guidé tout au long<br />
de ce travail travail au laboratoire de pharmacognosie Lyon. Recevez ici l’expression de ma<br />
profonde gratitude.
Je remercie égalem<strong>en</strong>t Monsieur Floriant bellevert ingénieur du laboratoire de<br />
pharmacognosie de Lyon pour la réalisation des huiles ess<strong>en</strong>tielles.<br />
. Je remercie égalem<strong>en</strong>t tous les membres du laboratoire de Lyon pour leur souti<strong>en</strong> et<br />
les facilités accordées pour la réalisation de ce travail : Monsieur le Maître de confér<strong>en</strong>ces<br />
Joël, Monsieur le Dr Serge et Madame Monique et Darbour<br />
J’exprime égalem<strong>en</strong>t mes remerciem<strong>en</strong>ts à mes collègues de laboratoire qui particip<strong>en</strong>t<br />
au bon fonctionnem<strong>en</strong>t du laboratoire, avec lesquels il est possible d’échanger conseils et<br />
informations, et qui assur<strong>en</strong>t une atmosphère agréable de travail : Noufou, Zabat, Safa,<br />
stéphane et Michelle.
Sommaire<br />
Introduction générale ……………………………………………….. 1<br />
Référ<strong>en</strong>ce …………………………………………………………….. 3<br />
Chapitre I<br />
I Etude botanique ……………………………………………………… 4<br />
I.1 Caractère généraux des Astéracées …………………………………… 4<br />
I.1.2 Appareil reproductif …………………………………………………... 4<br />
• L’infloresc<strong>en</strong>ce …………………………………………………...….. 4<br />
• La fleur ……………………………………………………………….. 5<br />
• Fruits ………………………………………………………………….. 5<br />
• Graine ……………………………………………………………….... 5<br />
I.1.3 Classification des Astéracées …………………………………………. 5<br />
I. 2<br />
Travaux antérieurs et principaux métabolites secondaires isolés<br />
du g<strong>en</strong>re Scorsonera<br />
6<br />
I. 2.1 Triterpènes ………………………………………………………......... 6<br />
I. 2.2 Les flavonoïdes ………………………………………………………. 08<br />
I. 2.3 Les coumarines ……………………………………………………….. 10<br />
I. 2.4 Les sesquiterpènes ………………………………………………......... 11<br />
I. 2.5 Divers ……………………………………………………………......... 12<br />
I. 2.6 Les huiles ess<strong>en</strong>tielles ………………………………………………… 13<br />
I. 3 Les terpènes …………………………………………………………... 14<br />
I. 3.1 Généralités ………………………………………………………......... 14<br />
I. 3.2 Classification …………………………………………………………. 14<br />
I. 3.2.1 Hémiterpènes ……………………………………………………......... 14<br />
I. 3.2.2 Monoterpènes ……………………………………………………........ 14<br />
I. 3.2.3 Sesquiterpènes …………………………………………....................... 14<br />
I. 3.2.4 Diterpènes …………………………………………………………….. 15<br />
I. 3.2.5 Triterpènes ………………………………………………………......... 16<br />
I. 3.2.5.1 Introduction …………………………………………………………... 16<br />
I. 3.2.5.2 Biosynthèse des triterpènes …………………………………………... 18<br />
I. 3.2.5.3 Intérêts des triterpènes ………………………………………………... 22<br />
I. 3.2.6 Tetraterpènes…………………………………………………………... 22<br />
I. 3.2.7 Polyterpènes…………………………………………………………… 22<br />
I.4 Les flavonoïdes ……………….…………………………………......... 22<br />
I.4.1 Variation de la structure de l’élém<strong>en</strong>t c<strong>en</strong>trale <strong>en</strong> C 3 des flavonoïdes 23<br />
I.4.2 Intérêt des flavonoïdes …………………………………………….….. 25<br />
I.4.3 Analyse structurale des flavonoïdes ………………………………….. 26<br />
I. 4.3.1 Spectroscopie UV-Visible ………………………………………..…... 26<br />
I.4.3.2<br />
Résonance Magnétique Nucléaire (R. M. N)<br />
……………………...…...<br />
28<br />
I.4.3.2. a R. M. N. du proton ………………………………………………...….. 28<br />
I.4.3.2. b Analyse des signaux prov<strong>en</strong>ant des protons de la partie osidique 29<br />
I.5 Coumarine ……………………………………………………………. 29<br />
I.5.1 Classification …………………………………………………………. 29<br />
I.5.1.1 Coumarines simples ……………………………………………….….. 30<br />
I.5.1.2 Furanocoumarines …………………………………………………….. 30<br />
I.5.1.3 Pyranocoumarines …………………………………………………….. 31
I.5.1.4 Dicoumarines ……………………………………………………...….. 32<br />
I.5.1.5 Tricoumarines ……………………………………………………..….. 32<br />
I.5.2 Biosynthèse des coumarines ………………………………………….. 33<br />
I.5.3 Intérêt des coumarines …………………………………………….….. 36<br />
I.6 Les huiles ess<strong>en</strong>tielles …………………………………………….…... 37<br />
I.6.1 Procède classique d’extraction des huiles ess<strong>en</strong>tielles…………….….. 37<br />
I.6.2 Production des huiles ess<strong>en</strong>tielle : l’hydrodistillation…………….…... 38<br />
I.6.4 Principales structures chimiques des huiles ess<strong>en</strong>tielles………….…... 39<br />
I.6.5<br />
Analyse chromatographique et id<strong>en</strong>tification des constituants dans un<br />
mélange<br />
42<br />
I.6.6 Les huiles ess<strong>en</strong>tielles et leur activité anti-microbi<strong>en</strong>ne…………......... 43<br />
I.7 Activité antiradicalaire sur DPPH…………………………………….. 44<br />
Référ<strong>en</strong>ce …………………………………………………………….. 45<br />
Chapitre II<br />
II Etude phytochimique de Scorzonera Undulata………….................. 52<br />
II.1 Introduction …………………………………………………………… 52<br />
II.1.2 Position systématique ……………………………………………........ 52<br />
II.1.3 Synonymie du Scorsonera Undulata …………………………………. 53<br />
II.1.4 Description de la plante Scorsonera Undulata ………………………. 53<br />
II.1.5 Air géographique …………………………………………………….. 53<br />
II.1.6 Utilisation traditionnelle de Scorzonera Undulata …………………… 55<br />
II.2 Travaux personnels …………………………………………………… 55<br />
II.2.1 Récolte de la plantes Scorsonera Undulata ………………………….. 55<br />
II.2.2 Extraction des racines de Scorsonera Undulata …………………....... 55<br />
II.2.3 Fractionnem<strong>en</strong>t et Séparation Grossière de L’extrait DCM ………….. 55<br />
II.2.4 Étude de la fraction su14b ……………………………………………. 57<br />
II.2.4 .1 Colonne ouverte pour la faction SU14b………………………………. 57<br />
II.2.5 Etude de la fraction SU15e …………………………………………. 60<br />
II.2.6 Etude de la fraction SU14d …………………………………………. 61<br />
II.2.6 Etude de la fraction SU14g………………………………………….. 61<br />
II.2.7 Etude l'extrait méthanolique ………………………………………….. 62<br />
II.2.7.1 Chromatographie liquide à haute performance (HPLC)………………. 63<br />
II.2.7.1 Purification de l’extrait MeOH ……………………………………….. 64<br />
II.2.7.1.a. Purification par colonne ………………………………………………. 64<br />
II.2.7.2 Etude la fraction SU49a ………………………………………………. 65<br />
II.2.7.3 Etude de la fraction SU50 n …………………………………………... 66<br />
II.2.7.4 Etude de la fraction SU49e …………………………………………… 67<br />
II.2.8 Détermination des huiles ess<strong>en</strong>tielles dans Scorsonera Undulata 67<br />
II.2.8.1 Mode opératoire …………………………………………………......... 68<br />
II.2.8.2 Analyse par spectrométrie de masse.………………………………….. 69<br />
II.2.9 Activité antioxydant ………………………………………………….. 71<br />
II.2.9.1 Technique …………………………………………………………….. 72<br />
II.2.9.2 Résultats …………………………………………………………......... 73<br />
II.2.10 Activité microbi<strong>en</strong>ne …………………………………………………. 76<br />
II.2.10.1 Préparation des dilutions des huiles ess<strong>en</strong>tielles…………………........ 76<br />
II.2.10.2 Ensem<strong>en</strong>cem<strong>en</strong>t de la souche bactéri<strong>en</strong>ne…………………………….. 76<br />
II.2.10.2 Ensem<strong>en</strong>cem<strong>en</strong>t de la souche bactéri<strong>en</strong>ne…………………………….. 76<br />
II.2.10.3 Teste de l’activité inhibitrice………………………………………….. 76
Référ<strong>en</strong>ce ……………………………………………………………... 78<br />
Chapitre III<br />
III Détermination structurale des composés isolés ……………………… 80<br />
Appareillage…………………………………………………………… 80<br />
III.1 le composé SU 23a …………………………………………………… 81<br />
III.2 le composé SU 37a …………………………………………................ 91<br />
III.3 le compose SU50i ……………………………………………………. 95<br />
III.4 le composé SU56C …………………………………………………… 101<br />
III.5 le compose SU 70a …………………………………………................ 110<br />
III.6 le compose SU 28C …………………………………………………... 120<br />
III.7 Interprétation des huiles ………………………………………………. 123<br />
III.7.1 Etude comparative ……………………………………………………. 124<br />
III.7.2 Test antibactéri<strong>en</strong> sur Escherichia coli………………………………... 124<br />
III.8 Interprétation de l’activité biologique………………………………… 125<br />
Référ<strong>en</strong>ce……………………………………………………………… 126<br />
Conclusion générale………………………………………….............. 128
Abréviations et symboles<br />
1, 2, … Symboles utilisés pour les composés m<strong>en</strong>tionnés<br />
dans la littérature<br />
SU 23, 37<br />
Symboles utilisés pour les composés id<strong>en</strong>tifiés<br />
dans cette étude<br />
MeOH<br />
Méthanol<br />
DMSO<br />
CDCl3<br />
TFA<br />
GC-MS<br />
Diméthylsulfoxyde<br />
Chloroforme deutérié<br />
acide trifluoroacétique<br />
chromatographie gazeuse coupleé à la<br />
spectrométrie de masse<br />
SM<br />
EI<br />
uma<br />
UV<br />
RMN<br />
RMN 1 H<br />
RMN 13 C<br />
DEPT 135<br />
HMQC<br />
HMBC<br />
COSY<br />
Et al.<br />
CCM<br />
ppm<br />
δ<br />
nm<br />
Hz<br />
J<br />
s<br />
d<br />
dd<br />
m<br />
Spectroscopie de masse<br />
impact électronique<br />
Unité de masse atomique<br />
Ultraviolet<br />
Résonance Magnétique Nucléaire<br />
Spectre Résonance Magnétique Nucléaire du<br />
proton<br />
Spectre Résonance Magnétique Nucléaire de<br />
carbone 13<br />
Spectre de carbone 13 réalisé <strong>en</strong> Distortionaless<br />
Enhancem<strong>en</strong>t by Polarisation transfer<br />
Heteronuclear multiple Quantum Corrélation<br />
Heteronuclear multiple Bond Connectivity<br />
Spectroscopie de corrélation<br />
Et autre auteurs<br />
Chromatographie sur couche mince<br />
Partie par million<br />
Déplacem<strong>en</strong>t chimique<br />
Nanomètre<br />
Hertz<br />
Constante de couplage<br />
Singulet<br />
Doublet<br />
Doublet des doublets<br />
Multiplet
t<br />
HPLC<br />
MPLC<br />
VLC<br />
RP18<br />
Triplet<br />
chromatographie liquide haute performance<br />
chromatographie moy<strong>en</strong> pression<br />
chromatographie liquide sous vide<br />
Silice greffée<br />
CI 50 Conc<strong>en</strong>tration inhibitrice 50 %<br />
DPPH<br />
Rf<br />
I<br />
HE<br />
NADPH<br />
IPP<br />
Na<br />
1-1 Diphényl 2- Picril Hydrazine<br />
Rapport frontal<br />
indice de Kovats<br />
huile ess<strong>en</strong>tiel<br />
nicotinamide adénine dinucléotide phosphate<br />
isop<strong>en</strong>tényl diphosphate<br />
sodium
Introduction générale
Introduction générale<br />
Introduction<br />
Dans le règne végétal, les métabolites secondaires jou<strong>en</strong>t des rôles écologiques<br />
importants, notamm<strong>en</strong>t <strong>en</strong> contribuant aux phénomènes de communication et de déf<strong>en</strong>se.<br />
Depuis l’antiquité, quelques caractéristiques des principes actifs étai<strong>en</strong>t connues pour<br />
l’homme et certaines épices ont été utilisées pour leurs particularités de parfum, leur saveur et<br />
leur effet de conservateur Bauer et al [1]. L’exploitation de ces composés s’effectuait sous<br />
forme d’huiles extraites de plantes (huiles ess<strong>en</strong>tielles) par le moy<strong>en</strong> de la distillation, cette<br />
technique étant employée <strong>en</strong> Inde et Perse il y a plus de 2000 ans [2].<br />
La majorité des populations ont recours à des plantes médicinales pour se soigner, par<br />
manque d’accès aux médicam<strong>en</strong>ts prescrits par la médecine moderne mais aussi parce que ces<br />
plantes ont souv<strong>en</strong>t une réelle efficacité. Aujourd’hui, le savoir des tradipratici<strong>en</strong>s est de<br />
moins <strong>en</strong> moins transmis et t<strong>en</strong>d à disparaître. C’est pour cela que l’ethnobotanique et<br />
l’ethnopharmacologie s’emploi<strong>en</strong>t à rec<strong>en</strong>ser, partout dans le monde, des plantes réputées<br />
actives et dont il apparti<strong>en</strong>t à la recherche moderne de préciser les propriétés et valider les<br />
usages Pelt [3]. La recherche de nouvelles molécules doit être <strong>en</strong>treprise au sein de la<br />
biodiversité végétale <strong>en</strong> se servant de données ethnopharmacologiques. Cette approche permet<br />
de sélectionner des plantes pot<strong>en</strong>tiellem<strong>en</strong>t actives et d’augm<strong>en</strong>ter significativem<strong>en</strong>t le<br />
nombre de découvertes de nouveaux actifs [4].<br />
L’Algérie, pays connu par ces ressources naturelles, dispose d’une flore<br />
singulièrem<strong>en</strong>t riche et variée. On compte <strong>en</strong>viron 3000 espèces de plantes dont 15%<br />
<strong>en</strong>démique et appart<strong>en</strong>ant à plusieurs familles botaniques [5].<br />
L’objectif de mon travail de thèse consiste à la valorisation de la flore de la région<br />
aride de l’Est Algéri<strong>en</strong>, par la recherche des composés qui peuv<strong>en</strong>t trouver une utilisation<br />
thérapeutique. Pour cela, une plante, de la famille Asteraceae, a fait l’objet d’une étude<br />
phytochimique : scorzonera undulata<br />
Ce travail sera prés<strong>en</strong>té comme suit :<br />
L’état des connaissances bibliographiques botaniques et phytochimiques sur le<br />
g<strong>en</strong>re Scorzonera et leur famille Asteraceae sera prés<strong>en</strong>té dans un premier chapitre<br />
1
Introduction générale<br />
Dans un deuxième chapitre, nous aborderons un aperçu général sur les composés<br />
terpéniques, notamm<strong>en</strong>t, les triterpènes et les flavonoïdes<br />
Le troisième chapitre sera consacré au travail personnel consistant <strong>en</strong> la séparation<br />
et la purification des composés obt<strong>en</strong>us. Nous prés<strong>en</strong>terons égalem<strong>en</strong>t dans ce chapitre une<br />
activité antioxydante d’extrait apolaire et polaire et une activité antimicrobi<strong>en</strong>ne des huiles<br />
ess<strong>en</strong>tielles.<br />
L’interprétation des résultats et la détermination structurale des composés isolés<br />
seront détaillées dans le quatrième chapitre.<br />
résultats obt<strong>en</strong>us.<br />
Enfin, une conclusion générale qui portera sur une lecture att<strong>en</strong>tive des différ<strong>en</strong>ts<br />
2
Introduction générale<br />
Référ<strong>en</strong>ces<br />
1. Bauer, K., D. Garbe, and H. Surburg. 2001. Common Fragrance and Flavour Materials:<br />
Preparation, Properties and Uses Wiley-VCH,, Weinheim<br />
2. Guichard, E. 2002. Interactions betwe<strong>en</strong> flavor compounds and food ingredi<strong>en</strong>ts and<br />
their influ<strong>en</strong>ce on flavor perception. Food Reviews International 18: 49-70.<br />
3. Amélie, L (2007). Contribution a l’étude phytochimique de quatre plantes malgaches<br />
4. Pelt J.M. (2001) Les nouveaux actifs naturels. Marabout. Paris<br />
.<br />
5. Gauss<strong>en</strong> H., and Leroy H. F., (1982). Précis de botanique, végétaux supérieurs, 2eme<br />
Ed., 426.<br />
3
Chapitre I
Chapitre I<br />
I <strong>ET</strong>UDE BOTANIQUE<br />
I.1 Caractère généraux des Asteraceae<br />
Le mot « Aster » du grec signifie étoile, <strong>en</strong> relation avec la forme de la fleur.<br />
Les Asteraceae (anci<strong>en</strong>nem<strong>en</strong>t appelées Composées) sont une famille appart<strong>en</strong>ant aux<br />
Dicotylédones compr<strong>en</strong>ant plus de 1500 g<strong>en</strong>res et plus de 25000 espèces décrites dont<br />
750 <strong>en</strong>démiques, C'est une des familles la plus importante des Angiospermes. Ce sont<br />
presque toujours des plantes herbacées avec souv<strong>en</strong>t des racines charnues :<br />
rhizomateuses, tubéreuses ou pivotantes [1].<br />
Cette famille prés<strong>en</strong>te des caractères morphologiques divers : herbes annuelles<br />
ou vivaces, plus rarem<strong>en</strong>t des arbustes, arbres ou plantes grimpantes et quelques fois,<br />
plantes charnues [2]. Bi<strong>en</strong> que généralem<strong>en</strong>t ce soit des plantes herbacées à feuilles<br />
isolées [1]. L'aspect de l’appareil végétatif est trop variable pour caractériser les<br />
Asteraceae sur ce seul critère. En revanche, cette famille est très homogène au niveau de<br />
ses infloresc<strong>en</strong>ces très caractéristiques : le capitule.<br />
Le fruit est un akène généralem<strong>en</strong>t surmonté d’un pappus prov<strong>en</strong>ant du calice.<br />
I.1.2 Appareil reproductif<br />
• L’infloresc<strong>en</strong>ce<br />
L’infloresc<strong>en</strong>ce des Asteraceae est le capitule.<br />
Un capitule compr<strong>en</strong>d un réceptacle plan ou plus moins bombé sur lequel sont insérés de<br />
l'extérieur vers l'intérieur, <strong>en</strong> ordre spirale :<br />
- D’abord des bractées stériles vertes (parfois écailleuses, à crochets ou épineuses)<br />
formant un involucre.<br />
- Ensuite des petites bractées fertiles non vertes ou paillettes, axillant chacune une<br />
fleur.L’<strong>en</strong>semble forme une infloresc<strong>en</strong>ce composée, d’où l’anci<strong>en</strong> nom de la famille.<br />
Les capitules sont parfois isolées (pâquerette), mais, plus généralem<strong>en</strong>t ils sont à leur<br />
tour diversem<strong>en</strong>t regroupés :<br />
- <strong>en</strong> grappe, <strong>en</strong> épi, <strong>en</strong> cyme, ou <strong>en</strong>core <strong>en</strong> corymbe chez le groupe des Radiées, voire <strong>en</strong><br />
capitule.<br />
4
Chapitre I<br />
Figure [I.1] : Infloresc<strong>en</strong>ce <strong>en</strong> capitule.<br />
• La fleur<br />
Les fleurs sont donc regroupées <strong>en</strong> capitules qui peuv<strong>en</strong>t compter plusieurs<br />
c<strong>en</strong>taines de fleurs. Les capitules sont parfois réduits à quelques fleurs (g<strong>en</strong>re Achillea)<br />
voire, exceptionnellem<strong>en</strong>t à une seule fleur (g<strong>en</strong>re Echinops) [2].<br />
Les fleurs sont sessiles, axillées par une bractée mère.<br />
Le calice est très réduit.<br />
Ces fleurs, à pétales soudées, peuv<strong>en</strong>t être tubuleuses (on parle de fleurons)<br />
ligulées (on parle de demi-fleurons) ou très rarem<strong>en</strong>t bilabiées.<br />
Il y a 5 étamines dont les anthères sont soudées <strong>en</strong> tubes (androcée synanthérée).<br />
L'ovaire, formé de 2 carpelles est uniloculaire et ne possède qu'un ovule.<br />
• Fruits<br />
Ce sont des akènes (fruits secs indéhisc<strong>en</strong>ts uniséminés) possédant, le plus<br />
souv<strong>en</strong>t, un pappus prov<strong>en</strong>ant du développem<strong>en</strong>t du calice après la fécondation.<br />
• Graines<br />
Elles sont exalbuminées.<br />
I.1.3 Classification des Asteraceae<br />
On distingue quatre sous familles [2]:<br />
• Tubuliflores ou carduacées<br />
• Liguliflores ou chicoracées<br />
• Labiactiflores<br />
• Radiées ou corymbifére<br />
5
Chapitre I<br />
Tableau [I.1] : Classification des Asteraceae [3].<br />
I. 2.1 Triterpènes<br />
Les espèces du g<strong>en</strong>re Scozonera r<strong>en</strong>ferm<strong>en</strong>t des triterp<strong>en</strong>oïdes <strong>en</strong> particulier à squelette<br />
tétracyclique telle que: β-sitosterol, β-D-glucopyranoside, (3 β, 22E)-stigmasta-5,22-di<strong>en</strong>-3-<br />
yl, stigmasta-5,22-di<strong>en</strong>e, stigmasterol 3-O-β-glucoside,…. Des triterpènes à squelette<br />
SOUS-<br />
FAMILLE<br />
TUBULIFLORES LIGULIFLORES LABIATIFLORES<br />
RADIEES<br />
Capitules homogames homogames<br />
Fleurs<br />
Tubuleuses +/-<br />
Fleurons<br />
Ligulées à 5 d<strong>en</strong>ts<br />
Demi-Fleurons<br />
homogames ou<br />
hétérogames<br />
Bilabiées <strong>en</strong><br />
périphérie<br />
Tubuleuses au<br />
c<strong>en</strong>tre ou seulem<strong>en</strong>t<br />
Bilabiées<br />
hétérogames<br />
Ligulées à 3 d<strong>en</strong>ts<br />
à la périphérie,<br />
tubuleuses au<br />
c<strong>en</strong>tre<br />
Libre interne non non non non<br />
Canaux<br />
sécréteur<br />
Dans l’<strong>en</strong>doderme<br />
dédoublé<br />
non<br />
non<br />
Dans l’<strong>en</strong>doderme<br />
dédoublé<br />
Lactifères<br />
Cellules<br />
sécrétrices isolée<br />
non<br />
Dans le liber de la<br />
tige<br />
Articulés, <strong>en</strong><br />
réseau<br />
non<br />
non<br />
non non non<br />
Canaux oléifère oui oui oui oui<br />
I. 2 Travaux antérieurs et principaux métabolites secondaires isolés du g<strong>en</strong>re<br />
Scorsonera<br />
Le g<strong>en</strong>re Scorsonera fait partie de la famille Asteraceae dont les représ<strong>en</strong>tants, de part<br />
leur intérêt économique et thérapeutique, ont fait l’objet de nombreuses études<br />
phytochimiques. Néanmoins, vu le nombre d’espèces non <strong>en</strong>core étudiées, ce g<strong>en</strong>re constitue<br />
<strong>en</strong>core une source importante des produits naturels tel que les terpènes, les coumarines, les<br />
flavonoïdes et d’autres métabolites secondaires tels que, les sesquiterpènes etc…. Voici<br />
quelques exemples de molécules des principales classes de métabolites secondaires dans le<br />
g<strong>en</strong>re Scorsonera.<br />
6
Chapitre I<br />
p<strong>en</strong>tacyclique sont égalem<strong>en</strong>t prés<strong>en</strong>ts dans le g<strong>en</strong>re de scozonera tel que: lup-20(29)-<strong>en</strong>-3-ol,<br />
acide oléan-12-én-28-oïque.<br />
Les composés terpéniques (tableau I.2) ont été égalem<strong>en</strong>t isolés des plantes : S. columnae,<br />
tom<strong>en</strong>tosa, hispanica …etc<br />
Tableau [I.2] : Triterpènes tétracycliques et p<strong>en</strong>tacycliques de quelques espèces du g<strong>en</strong>re<br />
Scorzonera.<br />
Plante Structure Réf<br />
Et<br />
O<br />
Me<br />
Me<br />
H<br />
pr-i<br />
Me<br />
H<br />
Me<br />
Scorzonera<br />
columnae<br />
HO<br />
Me<br />
H<br />
H<br />
HO<br />
Me<br />
Me<br />
H<br />
H<br />
Me<br />
Me<br />
4<br />
1 Stigmast-5-<strong>en</strong>-3 β -ol<br />
Et<br />
2 Lup-20(29)-<strong>en</strong>-3 β -ol<br />
O<br />
Scorzonera<br />
tom<strong>en</strong>tosa<br />
HO<br />
HO<br />
O<br />
Me<br />
H<br />
Me<br />
Me<br />
H<br />
H<br />
pr-i<br />
H<br />
Me<br />
Me<br />
H<br />
Me<br />
Me<br />
HO<br />
O<br />
OH<br />
3 Stigmasta-5,22-di<strong>en</strong>e, 3 β -( β -D-<br />
glucopyranosyloxy)-<br />
Et<br />
AcO<br />
Me<br />
Me<br />
4 Lup-20(29)-<strong>en</strong>-3 β -ol, acetate<br />
O<br />
5<br />
Me<br />
Me<br />
H<br />
pr-i<br />
Me<br />
H<br />
Me<br />
Me<br />
H<br />
H<br />
Me<br />
HO<br />
H<br />
HO<br />
Me<br />
Me<br />
H<br />
Me<br />
Scorzonera<br />
hispanica<br />
1 Stigmast-5-<strong>en</strong>-3 β -ol<br />
Me<br />
Me<br />
2 Lup-20(29)-<strong>en</strong>-3 β -ol<br />
Me<br />
Et<br />
pr-i<br />
HO<br />
Me<br />
H<br />
HO<br />
Me<br />
Me Me H<br />
CO 2H<br />
H<br />
Me<br />
H<br />
5 Olean-12-<strong>en</strong>-28-oic acid, 3 β -<br />
hydroxy-<br />
Me<br />
HO<br />
HO<br />
OH<br />
O<br />
O<br />
Me<br />
6 β -D-Glucopyranoside, (3β)-<br />
stigmast-5-<strong>en</strong>-3-yl<br />
H<br />
H<br />
6<br />
7
Chapitre I<br />
Et<br />
Me<br />
Me<br />
H<br />
pr-i<br />
Me<br />
Me<br />
H<br />
Et<br />
pr-i<br />
Me<br />
H<br />
Me<br />
H<br />
H<br />
H<br />
HO<br />
HO<br />
7 Stigmasta-5,22-di<strong>en</strong>-3-ol,<br />
(3β,22E)-<br />
1 Stigmast-5-<strong>en</strong>-3 β -ol<br />
CH 2 OH<br />
R<br />
Scorzonera<br />
mongolica<br />
R=<br />
O<br />
O<br />
7<br />
8 3β-tetradecanoyloxy-28-hydroxylolean-18-<strong>en</strong>e<br />
O<br />
R=<br />
O<br />
9 3 β -dodecanoyl-28-hydroxylolean-18-<strong>en</strong>e<br />
I. 2.2 Les flavonoïdes<br />
Les flavonoïdes sont des composés phénoliques moins répandus dans ce g<strong>en</strong>re. Ils sont<br />
prés<strong>en</strong>ts dans presque tous les organes de la plante (racines, fleurs, tiges et jou<strong>en</strong>t un rôle<br />
8
Chapitre I<br />
important dans le système de déf<strong>en</strong>se comme antioxydants. Chez le g<strong>en</strong>re Scorsonera,<br />
les flavonoïdes sont surtout représ<strong>en</strong>tés comme flavones et flavonols.<br />
Tableau [I.3] : Structures chimiques des flavonoïdes isolés de quelques espèces du g<strong>en</strong>re<br />
Scorsonera.<br />
Plante Structure Réf<br />
HO<br />
OH<br />
OH<br />
OH<br />
OH<br />
OH<br />
OH<br />
OH<br />
O<br />
OH<br />
O<br />
10 Quercétine<br />
11 Luteoline<br />
OH<br />
Scorzonera<br />
columnae<br />
OH<br />
HO<br />
O<br />
OH<br />
4<br />
HO<br />
OH<br />
OH O<br />
12 Apig<strong>en</strong>ine<br />
OH<br />
HO<br />
HO<br />
O<br />
R<br />
S<br />
O<br />
S<br />
R<br />
OH<br />
R<br />
O<br />
13 Quercetine 3-(6-E-p-coumaroyl-β-Dglucopyranoside)<br />
O<br />
O<br />
OH<br />
OH<br />
Scorzonera<br />
austriaca<br />
HO<br />
OH<br />
O<br />
O<br />
OH<br />
O<br />
HO<br />
O<br />
OAC<br />
OH<br />
CH 2 O<br />
O<br />
C<br />
H<br />
H<br />
C C OH<br />
8<br />
14 luteolin 3′-(6-E-p-coumaroyl-β-D-glucopyranoside)<br />
9
Chapitre I<br />
I. 2.3 Les coumarines<br />
Les coumarines sont très répandues dans le g<strong>en</strong>re Scorzonera, on les trouve sous<br />
forme de coumarines simples et pyrano-coumarines ainsi que de dimères de coumarines<br />
avec liaisons C-C ou éther [9].<br />
Tableau [I.4] : Les coumarines isolées de quelques espèces du g<strong>en</strong>re Scorzonera.<br />
Plante Structure Réf<br />
OH<br />
O<br />
OH<br />
OH<br />
Scorzonera<br />
tom<strong>en</strong>tosa<br />
O<br />
O<br />
OH<br />
O<br />
10<br />
OMe<br />
O<br />
15 1H-2-B<strong>en</strong>zopyran-1-one, 3-[4-(β-<br />
D-glucopyranosyloxy)ph<strong>en</strong>yl]-<br />
3,4- dihydro-8-methoxy-, (3S)-<br />
OH<br />
OMe<br />
O<br />
16 1H-2-B<strong>en</strong>zopyran-1-one, 3,4-<br />
dihydro-3-(4-hydroxyph<strong>en</strong>yl)-<br />
8-methoxy-<br />
OCH 3<br />
OCH 3<br />
HO<br />
HO<br />
O<br />
O<br />
HO<br />
O<br />
O<br />
O<br />
HO<br />
OH<br />
O<br />
OH<br />
H<br />
Scorzonera<br />
cretica<br />
17 1H-2-B<strong>en</strong>zopyran-1-one, 3,4-<br />
dihydro-6,8-dihydroxy-3-(4-<br />
methoxyph<strong>en</strong>yl)-<br />
18 1H-2-B<strong>en</strong>zopyran-1-one, 8-<br />
(β-D-glucopyranosyloxy)-3,4-<br />
dihydro-6-hydroxy-3-(4-<br />
methoxyph<strong>en</strong>yl)-,<br />
11<br />
HO<br />
OH<br />
OCH 3<br />
HO<br />
H 3C<br />
O<br />
HO<br />
O<br />
O<br />
HO<br />
HO<br />
O<br />
OH<br />
H<br />
O<br />
19 1H-2-B<strong>en</strong>zopyran-1-one, 8-[[6-O-(6-deoxy-α-L-mannopyranosyl))- β<br />
-D-glucopyranosyl] oxy]-3,4-dihydro-6-hydroxy-3-(4-<br />
methoxyph<strong>en</strong>yl)-<br />
O<br />
Scorzonera<br />
austriaca<br />
O<br />
O<br />
8<br />
20 Daphnetin<br />
10
Chapitre I<br />
I. 2.4 Les sesquiterpènes<br />
Les sesquiterpènes constitu<strong>en</strong>t un groupe de substances naturelles très<br />
importantes dans le g<strong>en</strong>re de Scorzonera ayant une large variété d’activités biologiques.<br />
Ils ont possèd<strong>en</strong>t des propriétés ; neurotoxique [12], anti-inflammatoire [13], antileucémique<br />
[14], antifungique [15], anti-tumoral [16].<br />
Tableau [I.5] : Les sesquiterpènes isolées de quelques espèces du g<strong>en</strong>re Scorzonera.<br />
Plante Structure Réf<br />
O<br />
Scorzonera<br />
austriaca<br />
HO<br />
Me O<br />
H<br />
R<br />
R<br />
S R<br />
H<br />
R<br />
H<br />
H 2C<br />
H<br />
R<br />
S<br />
Me<br />
OH<br />
17<br />
21 Azul<strong>en</strong>o[4,5-b]furan-2(3H)-one, decahydro-3,8-dihydroxy-3,9-<br />
dimethyl-6- methyl<strong>en</strong>e-<br />
H 2 C<br />
O<br />
O<br />
Me<br />
CH 2<br />
HO<br />
O<br />
O<br />
18<br />
Scorzonera<br />
hispanica<br />
HO<br />
22 Azul<strong>en</strong>o[4,5-b]furan-2(3H)-one, -(β-Dglucopyranosyloxy)decahydro-3-<br />
methyl-6,9-bis(methyl<strong>en</strong>e)-,<br />
H 2C<br />
OH<br />
CH 2<br />
OH<br />
O<br />
H2 C<br />
O<br />
H<br />
R<br />
S<br />
H<br />
S<br />
R<br />
H<br />
HO<br />
HO<br />
H<br />
R<br />
R<br />
O<br />
R<br />
S<br />
S<br />
CH 2<br />
H<br />
O<br />
R<br />
OH<br />
19<br />
23 Azul<strong>en</strong>o[4,5-b]furan-2(3H)-one, 5-(β-Dglucopyranosyloxy)decahydro-3,6,9-tris(methyl<strong>en</strong>e)-,<br />
OH<br />
11
Chapitre I<br />
I. 2.5 Divers<br />
Tableau [I.6] : Les diverses isolées de quelques espèces du g<strong>en</strong>re Scorzonera.<br />
-<br />
MeO<br />
CO 2 H<br />
E<br />
OH<br />
OH<br />
O<br />
O<br />
OH<br />
Scorzonera<br />
Tom<strong>en</strong>tosa<br />
H<br />
S<br />
R<br />
OH<br />
10<br />
24 B<strong>en</strong>zoic acid, 2-[(1E)-2<br />
-(4-hydroxyph<strong>en</strong>yl)eth<strong>en</strong>yl]-6-methoxy<br />
25 1(3H)-Isob<strong>en</strong>zofuranone, 7-<br />
hydroxy-3-[(R)-hydroxy(4-<br />
hydroxyph<strong>en</strong>yl)methyl]-<br />
Scorzonera<br />
hispanica<br />
O Me<br />
Me<br />
CHO<br />
Me<br />
26 2-Hept<strong>en</strong>al, 2-methyl-6-(4-methyl-2-oxo-3-cyclohex<strong>en</strong>-1-yl)-<br />
19<br />
Scorzonera<br />
columnae<br />
O<br />
CH CH C OMe<br />
HO<br />
OH<br />
27 2-Prop<strong>en</strong>oic acid, 3-(3,4-dihydroxyph<strong>en</strong>yl)-, methyl ester<br />
4<br />
OMe<br />
OH<br />
O<br />
OH<br />
OMe<br />
Scorzonera<br />
hispanica<br />
HO<br />
O<br />
OH<br />
O<br />
OH<br />
OH<br />
6<br />
28 β-D-glucopyranoside, 4-[(2R,3S)-2,3-dihydro-3-(hydroxymethyl)-5-[(1E)-<br />
3-hydroxy-1-prop<strong>en</strong>-1-yl]-7-methoxy-2-b<strong>en</strong>zofuranyl]-2-methoxyph<strong>en</strong>yl<br />
12
Chapitre I<br />
OMe<br />
OH<br />
O<br />
OH<br />
OMe<br />
O<br />
OMe<br />
O<br />
OH<br />
HO<br />
OH<br />
OH<br />
29 β -D-glucopyranoside, 4-[(2R,3S)-2,3-dihydro-3-(hydroxymethyl)-5-[(1E)-<br />
3-hydroxy-1-prop<strong>en</strong>yl]-7-methoxy-2-b<strong>en</strong>zofuranyl]-2,6-dimethoxyph<strong>en</strong>yl<br />
OCH 3<br />
OCH 3<br />
Scorzonera<br />
austriaca<br />
O<br />
OH<br />
O<br />
OH<br />
8<br />
HO<br />
GLUO<br />
30 12-Hydroy-desmethoxyyangonin<br />
31 12-β-d-glucopyranosidedesmethoxyyangonin<br />
I. 2.6 Les huiles ess<strong>en</strong>tielles<br />
Le g<strong>en</strong>re Scorzonera est connu pour produire des huiles ess<strong>en</strong>tielles.<br />
- Les travaux de Boussaada et al [20] sur la partie aéri<strong>en</strong>ne de Scorzonera undulata.<br />
Ont permis d’id<strong>en</strong>tifier une quarantaine de composés tels que le méthyle hexadecanoate<br />
(30.4%), le méthyle Linol<strong>en</strong>ate (23.9 %), le H<strong>en</strong>eicosane (12.2 %), le Octadecane (4.4<br />
%), méthyle Octadecanoate (2.2 %), acide Dodecane (1.7 %), β-Bisabolol (1.2 %), et le<br />
B<strong>en</strong>yle Salicylate (1,3 %) sont les plus abondants. On peut conclure que la composition<br />
chimique de cette huile ess<strong>en</strong>tielle est :<br />
• Hydrocarbure (alcane, alcène, alcool, alddehydes) 23.3 %<br />
• Terpène 3.4 %<br />
• Composés aromatiques 60.1 %<br />
Cette huile ess<strong>en</strong>tielle s’est révélée active in vitro contre le champignon<br />
microscopique.<br />
- Les composés majoritaires des huiles ess<strong>en</strong>tielles dans Scorzonera mongolica sont:<br />
H<strong>en</strong>triacontane (34.75%), A'- neogammacer-22 (29)-<strong>en</strong>-3β-ol (21.47%) [21].<br />
13
Chapitre I<br />
I. 3 les terpènes<br />
I. 3.1 Généralités<br />
Dans le règne végétal, les terpènes sont classés dans la catégorie des métabolites<br />
secondaires. Leur classification est basée sur le nombre de répétitions de l’unité de base<br />
isoprène (à 5 atomes de carbone) [22, 23, 24]. A ce jour, avec plus de 30 000 molécules<br />
id<strong>en</strong>tifiées, les terpènes constitu<strong>en</strong>t l’une des plus polymorphes et des plus grandes<br />
familles de composés naturels: hémiterpènes (C 5 ), monoterpènes (C 10 ), sesquiterpènes<br />
(C 15 ), diterpènes (C 20 ), sesterpènes (C 25 ), triterpènes (C 30 ), tetraterpènes,(C 40 ) et<br />
polyterpènes.<br />
I. 3.2 Classification<br />
I. 3.2.1 Hémiterpènes<br />
Dans la nature, il existe peu de composés naturels ayant une formule de C 5<br />
ramifiée; parmi certains composés naturels trouvés chez les plantes qui peuv<strong>en</strong>t être<br />
considérés comme hémyterpène, seul l’isoprène à toutes les caractéristiques<br />
biogénétiques des terpènes [25].<br />
I. 3.2.2 Monoterpènes<br />
Les monoterpènes conti<strong>en</strong>n<strong>en</strong>t plus de 900 composés connus se trouv<strong>en</strong>t<br />
principalem<strong>en</strong>t dans 3 catégories structurelles: les monoterpènes linéaires (acyclique),<br />
les monoterpènes avec un cycle unique (monocycliques) et ceux avec deux cycles<br />
(bicycliques). Ils résult<strong>en</strong>t d’une fusion typique tête-à-queue des unités d’isoprène [26].<br />
I. 3.2.3 Sesquiterp<strong>en</strong>e<br />
Sesquiterp<strong>en</strong>oids sont des composés de 15 carbone formée de 3 unités isopér<strong>en</strong>e<br />
et comme formule moléculaire C 15 H 24 . Ils se trouv<strong>en</strong>t principalem<strong>en</strong>t dans les parties<br />
ari<strong>en</strong>nes des plantes. Comme les monoterpènes, une molécule de sesquiterpène peut être<br />
acyclique ou cont<strong>en</strong>ir 1 à 2 cycles (comme le polygodial), de très nombreuses<br />
combinaisons sont possibles. Les dérivés des sesquiterpènes obt<strong>en</strong>us par biochimie ou<br />
synthèse (oxydation ou réarrangem<strong>en</strong>t) sont appelés sesquiterp<strong>en</strong>oïdes. Les<br />
sesquiterpènes sont prés<strong>en</strong>t dans les ess<strong>en</strong>ces végétales aromatiques ou huiles<br />
14
Chapitre I<br />
ess<strong>en</strong>tielles, par exemple le farnésol dans l'huile ess<strong>en</strong>tielle de citronelle. Dans les<br />
plantes, ils ont le rôle d'ag<strong>en</strong>t de déf<strong>en</strong>se.<br />
HO<br />
OH<br />
32 Farnésol 33 Nerolidol<br />
O<br />
OH<br />
CO 2 H<br />
34 Acide Abscisique<br />
35 Cadal<strong>en</strong>e<br />
CHO OH OH CHO<br />
HO<br />
OH<br />
HO<br />
OH<br />
36 Gossypol<br />
Figure [I.2] : Structures des quelques sesquiterpènes.<br />
I. 3.2.4 Diterpènes<br />
Les diterpènes sont des substances avec 20 atomes de carbone (C 20 ) prés<strong>en</strong>tant<br />
une très grande variété structurale. Ces composés sont principalem<strong>en</strong>t prés<strong>en</strong>ts dans les<br />
plantes supérieures dans les résines, ainsi que dans les champignons. Il existe <strong>en</strong>viron<br />
2700 diterpènes dans la nature dont la majorité est sous forme cycliques. Parmi les<br />
diterpènes cycliques, Le rétinol et le rétinal, deux formes de la vitamine A sont les plus<br />
connues dans cette famille.<br />
15
Chapitre I<br />
I. 3.2.5 Triterpènes<br />
I. 3.2.5.1 Introduction<br />
Les triterpènes conti<strong>en</strong>n<strong>en</strong>t plus de 4000 composés construits sur plus de 40<br />
squelettes hydrocarbonés différ<strong>en</strong>ts. Ce sont des composés <strong>en</strong> C-30 issus de la<br />
cyclisation du 3S-2,3-époxysqualène, ou plus rarem<strong>en</strong>t du squalène lui-même [22,<br />
23,24]. Ils sont presque toujours hydroxylés <strong>en</strong> position C-3 du fait de l’ouverture de<br />
l’époxyde. Les triterpènes prés<strong>en</strong>t<strong>en</strong>t une très forte unité structurale, les différ<strong>en</strong>ces<br />
majeures sont d’ordre stéréochimiques ayant trait à la conformation adoptée par<br />
l’époxysqualène avant la cyclisation initiale. Le cation formé lors de cette cyclisation<br />
peut <strong>en</strong>suite subir une série de déplacem<strong>en</strong>t 1, 2 de protons et de méthyles conduisant<br />
aux différ<strong>en</strong>ts squelettes tétra- et p<strong>en</strong>tacycliques qui caractéris<strong>en</strong>t ce groupe de<br />
substances naturelles [22, 23,24].<br />
H<br />
HO<br />
37 Euferol 38 Cycloeucalénol<br />
HO<br />
H<br />
OH<br />
HO 2 C<br />
H<br />
H<br />
H<br />
O<br />
H<br />
H<br />
O<br />
H<br />
39 acide 3,4-seco-8βH-ferna-4(23) ,9(11)-dièn-3-oïque 40 antiquol<br />
Figure [I.3] : Triterpène tétracycliques.<br />
16
Chapitre I<br />
H<br />
H<br />
H<br />
O<br />
H<br />
H<br />
AcO<br />
H<br />
41 D: C-friedomadeir-7 42 Isomadeiranyl acétate<br />
H<br />
H<br />
H<br />
O<br />
H<br />
H<br />
OH<br />
H<br />
43 Taraxéryl acétate 44 Taraxérone<br />
H<br />
H<br />
OH<br />
H<br />
45 β-amyrine<br />
Figure [I.4] : Triterpènes p<strong>en</strong>tacycliques.<br />
17
Chapitre I<br />
I. 3.2.5.2 Biosynthèse des triterpènes<br />
Les organismes végétaux ont la possibilité de cycliser l’époxysqualène qui<br />
conduit spécifiquem<strong>en</strong>t aussi bi<strong>en</strong> aux triterpènes tétracycliques libres des plantes de la<br />
famille des Euphorbiaceae et des Laticiferes qu’aux saponosides à génine triterpénique<br />
p<strong>en</strong>tacyclique ou aux triterpènes modifiés des Rutales [22,23].<br />
Le couplage queue-à-queue de deux unités <strong>en</strong> C-15, farnésylpyrophosphate (FPP) suivi<br />
d’une oxydation permet l’élaboration de l’époxysqualène (figure I.5), précurseur des<br />
triterpènes et des stéroïdes [22, 23,24].<br />
+<br />
OPP<br />
OPP<br />
squalène<br />
Oxydation<br />
O<br />
46 2,3-époxydosqualène<br />
Figure [I.5] : Formation du squalène.<br />
L’ouverture de l’époxyde amorce la cyclisation, l’<strong>en</strong>zyme responsable de cette<br />
cyclisation stabilise la conformation du polyisoprène de telle sorte que les impératifs<br />
stéréoélectroniques soi<strong>en</strong>t respectés. C’est de la conformation initiale de<br />
l’époxysqualène sur la surface de l’<strong>en</strong>zyme (figure I.6) que dép<strong>en</strong>d l’ori<strong>en</strong>tation de la<br />
biosynthèse vers les triterpènes tétra- et p<strong>en</strong>tacycliques et les stéroïdes [22, 23,24].<br />
- Si l’époxysqualène est dans une conformation chaise-bateau-chaise-bateau, la<br />
cyclisation conduit à un cation protostanyle précurseur des cycloartanes, des lanostanes<br />
et des cucurbitanes.<br />
18
Chapitre I<br />
- Si l’époxysqualène adopte la conformation chaise-chaise-chaise-bateau, la cyclisation<br />
aboutit à un autre cation appelé dammaranyle. Ce dernier peut évoluer afin de donner<br />
naissance aux triterpènes tétracycliques à squelette euphane et tirucallane et le plus<br />
souv<strong>en</strong>t il conduit aux triterpènes p<strong>en</strong>tacycliques de type oléanane, ursane, lupane,<br />
multiflorane, taraxérane, taraxastane,….etc.<br />
O<br />
O<br />
O<br />
R<br />
H<br />
+<br />
R<br />
H<br />
+<br />
R<br />
H<br />
H<br />
HO<br />
HO<br />
cation protostanyle<br />
cation dammaranyle<br />
1 2<br />
19
Chapitre I<br />
1 2<br />
H<br />
H<br />
H<br />
HO<br />
HO<br />
47 Cucurbitanes 48 cycloartanes<br />
cation dammaranyle<br />
Stéroïdes<br />
H<br />
H<br />
+<br />
H<br />
H<br />
HO<br />
H<br />
HO<br />
H<br />
H<br />
H<br />
HO<br />
H<br />
49 cations lupanyle<br />
Figure [I.6] : Biosynthèse des triterpènes.<br />
20
Chapitre I<br />
cation lupanyle<br />
H +<br />
H<br />
H<br />
H<br />
H<br />
H<br />
HO<br />
H<br />
HO<br />
H<br />
H<br />
HO<br />
H<br />
H<br />
44 multiflorénol<br />
+<br />
H<br />
H<br />
H<br />
H<br />
H<br />
H<br />
HO<br />
H<br />
HO<br />
H<br />
HO<br />
H<br />
45 β-amyrine<br />
taraxastérol<br />
50<br />
H<br />
H<br />
HO<br />
H<br />
51 α- amyrine<br />
21
Chapitre I<br />
I. 3.2.5.3 Intérêts des triterpènes<br />
L’utilisation industrielle et l’intérêt thérapeutique des triterpènes et stéroïdes<br />
représ<strong>en</strong>t<strong>en</strong>t un <strong>en</strong>jeu capital dans le domaine de la recherche des substances naturelles.<br />
Les propriétés pharmacologiques diverses [22,24] attribuées à ces composés ont permis<br />
leur classem<strong>en</strong>t <strong>en</strong> tant qu’un groupe de métabolites secondaires de grande importance.<br />
Ces composés manifest<strong>en</strong>t <strong>en</strong>tre autres :<br />
- des pot<strong>en</strong>tialités thérapeutiques dans les différ<strong>en</strong>ts domaines : cytostatiques, antiinflammatoires,<br />
analgésiques, insecticides, molluscicides, …..etc.<br />
-un intérêt considérable dans le secteur de l’industrie pharmaceutique particulièrem<strong>en</strong>t la<br />
production de médicam<strong>en</strong>ts stéroïdiques ayant des propriétés : contraceptifs,<br />
anabolisants, antiinflammatoires,…etc.<br />
- un intérêt thérapeutique concernant l’extraction des molécules bioactives, pour<br />
l’obt<strong>en</strong>tion des formes galéniques simples ou pour celle de préparation phytothérapique.<br />
- une importance économique du fait de leur utilisation dans les industries<br />
agroalim<strong>en</strong>taires.<br />
I. 3.2.6 Tetraterpènes<br />
Les caroténoïdes sont des tetraterpènes, les plus typiques étant les<br />
apocaroténoïdes, les diapocaroténoïdes, les mégastigmanes.<br />
I. 3.2.7 Polyterpènes<br />
Les polyterpènes ou polyisoprènes se compos<strong>en</strong>t de plus de 8 unités d’isoprène.<br />
Ces terpènes se trouv<strong>en</strong>t souv<strong>en</strong>t sous deux formes isomèriques cis- et trans. Le cispolyisoprène<br />
se trouve dans le caoutchouc indi<strong>en</strong>, alors que le polyisoprène-trans est la<br />
partie principale de gutta-percha. En plus Chicle représ<strong>en</strong>te un mélange de 1:2 de deux<br />
isomères cis- et trans-. Les pr<strong>en</strong>ylchoinones sont des polyterpènes comptant jusqu'à 10<br />
unités d’isoprène, parmi eux, on r<strong>en</strong>contre les vitamines K1 et K2 et la vitamine E.<br />
I.4 Les flavonoïdes<br />
Les flavonoïdes sont une classe de composés ubiquitaires dans les plantes<br />
vasculaires et représ<strong>en</strong>t<strong>en</strong>t un des plus grands groupes de produits naturels phénoliques.<br />
Ils sont considérés comme les pigm<strong>en</strong>ts universels des végétaux. La protection des<br />
plantes contre les radiations UV de type B et leur déf<strong>en</strong>se contre les herbivores et les<br />
22
Chapitre I<br />
attaques microbi<strong>en</strong>nes Harborne et al. [27]. Certains flavonoïdes ont parallèlem<strong>en</strong>t une<br />
activité antioxydante, anti-inflammatoire, vasculaire, oestrogénique et antitumorale.<br />
Pour ne citer que leurs principales propriétés pharmacologiques [27]. Ces composés se<br />
divis<strong>en</strong>t <strong>en</strong> différ<strong>en</strong>ts types : flavones, isoflavones, flavonols, flavanones, flavanes,<br />
chalcones, anthocyanidines, catechines, ptérocarpanes, aurones.<br />
I.4.1 Variation de la structure de l’élém<strong>en</strong>t c<strong>en</strong>trale <strong>en</strong> C 3 des flavonoïdes<br />
La figure (I.7) donne le schéma des réactions qui permettant d’interpréter la<br />
formation des principaux flavonoïdes à partir des chalcones [28]. La cyclisation de la<br />
chalcones s’effectue aisém<strong>en</strong>t, par isomérisation sous forme de flavonone qui est<br />
stabilisée par formation d’une liaison hydrogène <strong>en</strong>tre CO et un groupem<strong>en</strong>t OH <strong>en</strong><br />
position 5. Les flavonoïdes et plus particulièrem<strong>en</strong>t leur produit d’hydroxylation, les<br />
flavonoïdes (ou dihydrovonols), jouerai<strong>en</strong>t le rôle d’intermédiaire dans la formation des<br />
différ<strong>en</strong>ts types de flavonoïdes [29].<br />
23
Chapitre I<br />
OH<br />
HO<br />
HC<br />
OH<br />
HO<br />
O<br />
C<br />
C<br />
CH<br />
C<br />
CH<br />
OH<br />
O<br />
Chalcone<br />
Isomérisation -2H<br />
OH<br />
OH<br />
O<br />
Flavone<br />
OH<br />
HO<br />
O<br />
CH<br />
HO<br />
O<br />
C<br />
C<br />
CH 2<br />
C<br />
C<br />
OH<br />
OH<br />
O<br />
Flavonone -2H Flavonal<br />
OH<br />
O<br />
Hydroxylation<br />
OH<br />
OH<br />
HO<br />
O<br />
CH<br />
+2H<br />
HO<br />
O<br />
CH<br />
C<br />
CH<br />
OH<br />
CH<br />
CH<br />
OH<br />
OH<br />
O<br />
Dihydroflavonal (flavononol)<br />
OH<br />
OH<br />
Flavonediol-3,4<br />
Enolisation<br />
O<br />
CH<br />
O<br />
CH<br />
OH<br />
OH<br />
OH<br />
OH<br />
OH<br />
HO<br />
+<br />
O<br />
C<br />
OH<br />
C<br />
H<br />
C<br />
OH<br />
+ H 2 O<br />
Figure [I.7] : Formation des différ<strong>en</strong>ts types de flavonoïdes à partir des chalcones [28].<br />
Les réactions de la figure (I.7) restant <strong>en</strong> grande partie hypothétiques ; cep<strong>en</strong>dant<br />
elles ont été, dans la majorité des cas, réalisées au laboratoire. Plusieurs faits sont <strong>en</strong><br />
faveur de ce schéma :<br />
24
Chapitre I<br />
a) Une <strong>en</strong>zyme susceptible d’isoméries les chalcones <strong>en</strong> flavonone a été isolée dans les<br />
germinations de soja par Wong et Moustapha [30]<br />
b) L'hydroxylation des flavononols <strong>en</strong> flavonols, a été obt<strong>en</strong>ue par Mahesh et Seeshadri<br />
[31]<br />
c) La réduction des flavononols <strong>en</strong> flavonols ne prés<strong>en</strong>te pas de difficulté ; <strong>en</strong> effet, les<br />
carbones 2 et 3 possèd<strong>en</strong>t une configuration trans et par conséqu<strong>en</strong>t la déshydrogénation.<br />
d) Pachéco et Grouiller [32] ont réalise la synthèse chimique de différ<strong>en</strong>t hétérosides des<br />
flavonols à partir des chalcones correspondants ; d’autre part, Wong et al [33]. Ont<br />
montré que des germinations de pois chiches transform<strong>en</strong>t un flavononol <strong>en</strong> flavonol.<br />
e) Pachéco [34] a synthétisé des anthocyanidines à partir des flavononols ; pour interpréter<br />
la réaction, cet auteur <strong>en</strong>visage le passage par les flavanediols-3,4.<br />
I.4.2 Intérêt des flavonoïdes<br />
Les flavonoïdes sont l'un des plus grands groupes de métabolites secondaires qui<br />
jou<strong>en</strong>t un rôle important dans les plantes. Ils intervi<strong>en</strong>n<strong>en</strong>t comme des composés de<br />
déf<strong>en</strong>se ainsi que dans la signalisation de la reproduction, de la pathog<strong>en</strong>èse et de la<br />
symbiose [35, 36]. Les flavonoïdes végétaux sont impliqués dans le mécanisme<br />
d'interv<strong>en</strong>tion contre l'infection par des micro-organismes [37] ou l’attaque par les<br />
herbivores [38]. Les flavonoïdes sont égalem<strong>en</strong>t impliqués dans la production de<br />
nodosités des racines comme un système de fixation de l'azote après l'infection par la<br />
bactérie Rhizobium dans une variété de plantes légumineuses [39]. Ils sont des sources<br />
de pigm<strong>en</strong>ts pour la coloration des composés de fleurs [40] et jou<strong>en</strong>t un rôle important<br />
dans les interactions avec les insectes [41]. Vu l’intérêt pharmacologique des<br />
flavonoïdes, de nombreux travaux sembl<strong>en</strong>t indiquer qu’ils possèd<strong>en</strong>t des propriétés<br />
anti-oxydantes [42, 43], anti-inflammatoires [44, 45], anti-VIH [46, 47], antitumorals<br />
spécialem<strong>en</strong>t lorsqu’ils sont utilisés conjointem<strong>en</strong>t avec d’autres ag<strong>en</strong>ts<br />
chimiothérapeutiques [48, 49], antiviraux [50], antibactéri<strong>en</strong>s [51], antiallergiques [52].<br />
25
Chapitre I<br />
I.4.3 Analyse structurale des flavonoïdes<br />
Les méthodes d’analyse structurale compr<strong>en</strong>n<strong>en</strong>t des méthodes chimiques et<br />
physico-chimiques. Les techniques les plus couramm<strong>en</strong>t utilisées sont :<br />
I.4.3.1 Spectroscopie UV-Visible<br />
La spectrophotométrie UV-Visible est basée sur le principe suivant : <strong>en</strong> milieu<br />
alcoolique, chaque famille de flavonoïdes a un spectre d’absorption caractéristique,<br />
susceptible d’être modifié par l’addition des réactifs. D’après Jurd et al. [53] et Voirin et<br />
al. [54], la nature du réactif et l’effet qu’il produit sur le spectre d’absorption apport<strong>en</strong>t<br />
des indications sur la structure des flavonoïdes. Les étapes d’<strong>en</strong>registrem<strong>en</strong>t des spectres<br />
<strong>en</strong> prés<strong>en</strong>ce de réactifs sont effectuées selon les étapes suivantes :<br />
Première étape : On <strong>en</strong>registre le spectre d’absorption dans le méthanol neutre puis<br />
immédiatem<strong>en</strong>t après l’ajout d’une goutte de NaOH (0,5 N), <strong>en</strong>suite on <strong>en</strong>registre après<br />
5 minutes.<br />
Deuxième étape : On <strong>en</strong>registre une première fois le spectre d’absorption dans le<br />
méthanol, puis à cette solution on additionne AlCl 3 (1%) et on <strong>en</strong>registre le spectre<br />
d’absorption. Après cette opération on rajoute quelques gouttes d’acide chlorhydrique<br />
(6N) puis on <strong>en</strong>registre le spectre de cette nouvelle solution.<br />
Troisième étape : On <strong>en</strong>registre dans la solution méthanolique puis on ajoute NaOAc<br />
(sec) et on <strong>en</strong>registre le spectre, après cette opération on rajoute à cette solution quelques<br />
gouttes de solution saturée d’acide borique puis on <strong>en</strong>registre le spectre d’absorption.<br />
Types de bandes dans les flavonoïdes<br />
<br />
<br />
On distingue deux types de bandes :<br />
La bande I correspond à l'absorption du système cinnamoyle <strong>en</strong> faisant interv<strong>en</strong>ir la<br />
conjugaison du groupem<strong>en</strong>t carbonyle C4 avec le noyau B [55].<br />
La bande II correspond à l’absorption du système b<strong>en</strong>zoyle <strong>en</strong> faisant interv<strong>en</strong>ir la<br />
conjugaison du groupem<strong>en</strong>t carbonyle avec le noyau A [56-57].<br />
26
Chapitre I<br />
<br />
Le déplacem<strong>en</strong>t exact et l’int<strong>en</strong>sité des deux bandes I et II du spectre effectué<br />
dans le méthanol illustr<strong>en</strong>t la nature de la structure du flavonoïde ainsi que sa<br />
substitution, conformém<strong>en</strong>t au tableau I. 7.<br />
Tableau [I.7] : Interprétation des déplacem<strong>en</strong>ts des maximums des bandes I et II après<br />
addition des réactifs [58].<br />
Réactifs<br />
MeOH<br />
NaOH<br />
NaOAc<br />
NaOAc<br />
+ H 3 BO 3<br />
AlCl 3<br />
AlCl 3 +<br />
HCl<br />
Déplacem<strong>en</strong>t (nm)<br />
Bande I<br />
Bande II<br />
310-350 250-280<br />
330-360 250-280<br />
350-385 250-280<br />
+45 à +60 sans diminution d’int<strong>en</strong>sité optique<br />
+45 à +60 avec diminution d’int<strong>en</strong>sité optique<br />
Apparition d’une nouvelle bande <strong>en</strong>tre 320-<br />
335 nm<br />
+5 à +20 de la bande II<br />
Déplacem<strong>en</strong>t faible de la bande II<br />
+12 à +36 de la bande I<br />
Faible déplacem<strong>en</strong>t bathochromique de la<br />
bande I<br />
+30 à +36 de la bande I par rapport au spectre<br />
AlCl3+HCl<br />
+20 à 40 de la bande I par rapport au spectre<br />
AlCl3+ HCl<br />
+35 à +55 de la bande I<br />
+17 à +20 de la bande I<br />
+50 à +60 de la bande I<br />
Interprétation<br />
Flavone<br />
Flavonol (3-OR)<br />
Flavonol (3-OH)<br />
4'-OH<br />
3-OH, 4'-OR<br />
7-OH<br />
7-OH<br />
7-OH avec substituant <strong>en</strong> C-6 ou<br />
C-8<br />
3', 4' –diOH<br />
Orthodihydroxylé sur le noyau A<br />
Orthodihydroxylé sur le noyau B<br />
6, 7 ou 7, 8 di - OH +<br />
Orthodihydroxylé sur le noyau B<br />
5-OH<br />
5-OH (avec 6-oxygénation)<br />
3-OH ou 3-OH et 5-OH<br />
27
Chapitre I<br />
I.4.3.2 Résonance Magnétique Nucléaire (R. M. N)<br />
I.4.3.2.a R. M. N. du proton<br />
Concernant l’analyse des flavonoïdes, la spectroscopie de résonance magnétique<br />
nucléaire de proton (RMN 1 H) permet de visualiser les relations existant <strong>en</strong>tre les<br />
protons des différ<strong>en</strong>ts noyaux et déduire leur degré de substitution.<br />
Elle permet égalem<strong>en</strong>t de repérer les groupem<strong>en</strong>ts méthoxylés, de dénombrer les<br />
sucres et d’<strong>en</strong>visager leur mode de liaison à la génine.<br />
a. Analyse des signaux prov<strong>en</strong>ant des protons de la génine.<br />
Les positions relatives des protons sur les noyaux A et B sont facilem<strong>en</strong>t<br />
déductibles grâce aux valeurs des constantes de couplage.<br />
Protons du noyau A<br />
Lorsque le noyau A est disubstitué par des OH <strong>en</strong> 5 et 7, les protons H-6 et H-8<br />
prés<strong>en</strong>t<strong>en</strong>t deux doublet, respectivem<strong>en</strong>t, <strong>en</strong>tre 6.16 et 6.25 ppm avec une constante de<br />
couplage J = 2,5 Hz et <strong>en</strong>tre 6.39 et 6.56 ppm avec la même constante de couplage. La<br />
substitution des OH <strong>en</strong> positions 5 et/ou 7 conduit au déblindage des deux protons<br />
voisins [59].<br />
Protons du noyau B<br />
Le déplacem<strong>en</strong>t chimique des protons du noyau B se trouve <strong>en</strong>tre 6,7-7,9 ppm.<br />
Ce déplacem<strong>en</strong>t chimique est basé sur les substituants dans le noyau B et le degré<br />
d’oxydation du noyau C.<br />
Quand le noyau B est monosubstitué <strong>en</strong> 4', les quatre protons H-2', H-3', H-5' et<br />
H-6' prés<strong>en</strong>t<strong>en</strong>t deux doublets dont les constantes de couplages sont id<strong>en</strong>tiques (8.5 Hz).<br />
Les protons H-2' et H-6' résonn<strong>en</strong>t toujours à des champs inférieurs à ceux des protons<br />
H-3' et H-5'.<br />
Protons du cycle C<br />
Le proton H-3 d’une structure flavone résonne <strong>en</strong>tre 6 et 7 ppm sous forme<br />
d’un singulet [59], pouvant être confondu avec les protons H-6 et H-8.<br />
28
Chapitre I<br />
I.4.3.2.b. Analyse des signaux prov<strong>en</strong>ant des protons de la partie osidique.<br />
Proton anomérique<br />
Le proton anomérique apparaît sur le spectre sous forme d’un doublet déblindé par<br />
rapport aux autres protons osidiques. La valeur de la constante de couplage permet de<br />
distinguer les anomères β (J = 7-8 Hz) des anomères α ((J = 3-4 Hz) [60].<br />
Le proton anomèrique lié à un autre ose, devi<strong>en</strong>t relativem<strong>en</strong>t loin de l’influ<strong>en</strong>ce du<br />
noyau flavonique, et résonne à champ plus fort que le proton anomérique lié à la génine.<br />
A titre d’exemple dans le cas de Kampférol 3-O-α-L-rhamnopyranosyl-(1 6)-β-Dglucopyranoside<br />
le proton H-1"' du rhamnose résonne à 4,54 ppm dans le méthanol<br />
deutérié [61] alors que dans le cas du Kampférol-3-O-rhamnoside le proton anomérique<br />
H-1" résonne à 5,43 ppm avec une constante de couplage J = 2.1 Hz [62].<br />
I.5 Coumarine<br />
Les coumarines sont des substances naturelles connues, Il s’agit de composés à<br />
neuf atomes de carbone possédant le noyau b<strong>en</strong>zo (2 H)-1 pyrannone-2. Ce composé<br />
dériverait de la cyclisation de l’acide cis cinnamique oxygéné <strong>en</strong> C-2 [63]. Les<br />
coumarines tir<strong>en</strong>t son nom de kumarú, nom vernaculaire de la fève tonka Coumarouna<br />
odorata <strong>en</strong>core appelée Disteryx odorata Willd. Elles sont très largem<strong>en</strong>t distribuées<br />
dans le règne végétal. La coumarine et ses dérivés dont plus de 300 structures sont<br />
connues, se répartiss<strong>en</strong>t dans 9 familles de Monocotylédones et plus 70 familles<br />
Dicotylédones. Ils particip<strong>en</strong>t dans les racines des plantes symbiotiques hébergeant<br />
Rhizobium, à la formation des nodules. Elles sont responsables de l’odeur<br />
caractéristique de l’aspérule odorante et du mélilot desséché.<br />
I.5.1 Classification<br />
Les coumarines sont substituées par un hydroxyle ou plus sur les six positions<br />
disponibles. La majorité des coumarines sont substituées <strong>en</strong> C-7 par un hydroxyle.<br />
Les auteurs [64 - 65] ont classé les coumarines selon la nature des substituants sur leurs<br />
structures <strong>en</strong> cinq catégories :<br />
29
Chapitre I<br />
I.5.1.1 Coumarines simples<br />
Les coumarines les plus répandues dans le règne végétal possèd<strong>en</strong>t des<br />
substitutions (OH ou OCH 3 ) <strong>en</strong> 6 et 7.<br />
R 1<br />
5<br />
4a<br />
4<br />
6<br />
3<br />
7<br />
2<br />
8 1<br />
R 8a<br />
2 O<br />
R 3<br />
O<br />
Figure [I.8] : Squelette de coumarine.<br />
Les génines :<br />
R1 R2 R3<br />
Ombelliférone H OH H<br />
Esculétol OH OH H<br />
Scopolétol OCH 3 OH H<br />
Herniarine H OCH 3 H<br />
Fraxétol OCH 3 OH OH<br />
Les hétérosides :<br />
R1 R2 R3<br />
Esculoside (=Esculine) O-Glu OH H<br />
Cichorioside(=Cichorine) OH O-Glu H<br />
Scopoloside(=Scopoline) OCH 3 O-Glu H<br />
Fraxoside OCH 3 O-Glu OH<br />
I.5.1.2 Furanocoumarines :<br />
Les furocoumarines (appelées <strong>en</strong>core furanocoumarines) constitu<strong>en</strong>t une<br />
famille de composés synthétisés par certaines espèces de végétaux supérieurs<br />
Elles dériv<strong>en</strong>t principalem<strong>en</strong>t de l’Ombelliférone par cond<strong>en</strong>sation isopronoides<br />
<strong>en</strong> C 5 , et souv<strong>en</strong>t liposolubles [67]. Le cycle furane peut être fusionné au cycle<br />
30
Chapitre I<br />
b<strong>en</strong>zénique dans deux positions linéaire (dérivant de la molécule de psoralène),<br />
angulaire basées sur la structure de l’angélicine. De nombreux dérivés de ces<br />
structures de base exist<strong>en</strong>t avec des ajouts de résidus sur les carbones des<br />
positions 2, 5 et/ou 8 [68]. Ces résidus peuv<strong>en</strong>t être assez simples, comme dans<br />
les cas des hydroxypsoralènes et desméthoxypsoralènes, ou bi<strong>en</strong> plus complexes<br />
comme par exemple pour l’athamantine ou lacolumbianadine. La plupart des<br />
furocoumarines ont cep<strong>en</strong>dant des dénominations repr<strong>en</strong>ant le nom des plantes<br />
dans lesquelles elles ont été décrites pour la première fois (le bergaptène prés<strong>en</strong>t<br />
dans Citrus bergamia, la rutarétine ou la rutarine dans Ruta graveol<strong>en</strong>s), ou bi<strong>en</strong><br />
<strong>en</strong>core liées à leurs propriétés (la xanthotoxine pour sa couleur et son activité<br />
biologique). On désigne dans certains cas l’isomère linéaire ou angulaire d’une<br />
molécule par le préfixe iso- comme par exemple dans le cas de l’isopimpinelline.<br />
O<br />
O<br />
O<br />
O<br />
O<br />
O<br />
52 Psoralène 53 Angélicine<br />
O<br />
O<br />
O<br />
O<br />
O<br />
O<br />
Me<br />
Me<br />
O<br />
O<br />
Me<br />
Me<br />
O-isovaléryl<br />
Me<br />
Me<br />
O-isovaléryl<br />
54 Columbianadine 55 Athamantine<br />
Figure [I.9] : Structures de quelques furanocoumarines.<br />
I.5.1.3 Pyranocoumarines : composés formés par la fusion d'un hétérocycle pyrane<br />
avec la coumarine<br />
31
Chapitre I<br />
1- soit dans le prolongem<strong>en</strong>t (forme linéaire) : xanthylétine<br />
2- soit latéralem<strong>en</strong>t (forme angulaire) : séseline, visnadine<br />
O<br />
O<br />
O<br />
O<br />
56 Xanthylétine 57 Séseline<br />
I.5.1.4 Dicoumarines (coumarines dimériques)<br />
Ce sont des composés formés par la liaison deux unités coumarininques<br />
simples<br />
H 3 CO<br />
O<br />
O<br />
O<br />
HO<br />
O<br />
O<br />
O<br />
HO<br />
O<br />
O<br />
HO<br />
O<br />
O<br />
H<br />
58 Daphnorétine 59 Edgeworthine<br />
H<br />
I.5.1.5 Tricoumarines (coumarines trimériques)<br />
Ce sont des composés issus de l’union de trois <strong>en</strong>tités coumariques.<br />
O<br />
O<br />
O<br />
HO<br />
OH<br />
60 Triumbéllatine<br />
O<br />
32
Chapitre I<br />
I.5.2 Biosynthèse des coumarines<br />
Les coumarines constitu<strong>en</strong>t avec les flavonoïdes, les chromones et les<br />
isocoumarines, un très vaste groupe de composés. L’élém<strong>en</strong>t structural qui les<br />
caractéris<strong>en</strong>t la prés<strong>en</strong>ce d’un noyau b<strong>en</strong>zopyrane [69]. Les structures simples des<br />
coumarines dérivées de l’acide cinnamique via l’acide aminé phénylalanine, par<br />
exemple la coumarine et l’umbelliférone, sont trouvées dans plusieurs plantes [70].<br />
L’hydroxylation <strong>en</strong> ortho de l’acide trans-cinnamique est la voie directe qui conduit aux<br />
coumarines simples. D’autres coumarines qui ont subi un changem<strong>en</strong>t dans leurs<br />
structures de base, se r<strong>en</strong>contr<strong>en</strong>t dans peu de familles. En effet, la participation du<br />
précurseur est possible pour donner des dérivés mixtes de l’acide chikimique et<br />
mévalonique que sont les furano et pyranocoumarines [71, 72].<br />
La première réaction est la cond<strong>en</strong>sation du phosphoénol pyruvate (PEP) avec<br />
l’érythrose-4-phosphate pour former un composé de sept carbones : le 3-désoxy-Darabino-heptulosonate-7-phosphate<br />
(DAHP) [71]. La cyclisation du DAHP <strong>en</strong> 3-<br />
déhydroquinate met <strong>en</strong> jeu une cond<strong>en</strong>sation aldolique intramoléculaire interv<strong>en</strong>ant<br />
après l’élimination du phosphate [73].<br />
PO<br />
O<br />
PO<br />
COO - COO - OH<br />
O<br />
HO<br />
COO - OH<br />
HO<br />
OH<br />
3-déhydroquinate<br />
+ PO CH 2<br />
O<br />
O<br />
OH<br />
OH<br />
PEP Erythrose-4-phosphate DAHP<br />
COO -<br />
O<br />
OH<br />
OH<br />
61<br />
3-déhydroshikimate<br />
Une réduction du carbonyle du 3-déhydroshikimate se déroule pour donner le<br />
shikimate. Cette réduction se fait par l’intermédiaire du NADPH et de la shikimate<br />
oxydoréductase. Le shikimate résultant est <strong>en</strong>suite phosphorylé par l’ATP, lui cédant un<br />
groupe phosphate pour former le shikimate 3-phosphate. Ce dernier, <strong>en</strong> prés<strong>en</strong>ce d’une<br />
33
Chapitre I<br />
<strong>en</strong>zyme cond<strong>en</strong>sante, fixe une nouvelle molécule de PEP pour donner un ester d’énol, le<br />
5-<strong>en</strong>olpyruvyl-shikimate3-phosphate (EPSP). Ce dernier conduit au chorismate, via une<br />
trans élimination.<br />
COO -<br />
COO -<br />
COO - OH<br />
O<br />
OH<br />
HO<br />
OH<br />
PO<br />
OH<br />
OH<br />
OH<br />
COO -<br />
O<br />
CH 2<br />
COO -<br />
OH<br />
COO -<br />
O<br />
COO - PO<br />
O<br />
Chorismate<br />
OH<br />
Le réarrangem<strong>en</strong>t précyclique du chorismate donne le préphénate. Ce<br />
réarrangem<strong>en</strong>t est catalysé par une <strong>en</strong>zyme (chorismate mutase) capable de transférer la<br />
chaîne latérale dérivée du PEP pour qu’elle soit directem<strong>en</strong>t liée sur le cycle.<br />
COO -<br />
COO -<br />
COO -<br />
- O O C<br />
O<br />
O<br />
O<br />
O<br />
COO -<br />
OH<br />
OH<br />
OH<br />
Chorismate<br />
Préphénate<br />
La transamination de l’acide phénylpyruvique conduit à la formation de la<br />
phénylalanine<br />
CH 2 CO COOH<br />
CH 2<br />
COOH<br />
NH 3<br />
OH<br />
OH<br />
Ac. phénylpyruvique<br />
phénylalanine<br />
34
Chapitre I<br />
Par contre, la thyrosine se forme de l’acide préphénique<br />
O<br />
HO<br />
O<br />
CH 2 -CO-COOH<br />
HO<br />
CH 2 -CO-COOH<br />
OH<br />
NAD + NADPH, H + O<br />
COOH<br />
CH<br />
2 -CO-COOH<br />
NH 2<br />
OH<br />
OH<br />
Figure [I.10] : Biosynthèse des coumarines.<br />
Une désamination de la phénylalanine et de la tyrosine conduit respectivem<strong>en</strong>t à<br />
l’acide trans cinnamique et l’acide coumarique.<br />
COOH<br />
COOH<br />
OH<br />
62 Ac. cinnamique 63 ac. para-coumarique<br />
La formation de la phénylalanine à partir de l’acide chorismique implique un<br />
réarrangem<strong>en</strong>t de Clais<strong>en</strong> catalysé par l’<strong>en</strong>zyme, cet acide aminé est transformé <strong>en</strong><br />
intermédiaire phénylpropanoique (acide coumarinique) qui donne la coumarine après<br />
une isomérisation et lactonisation.<br />
35
Chapitre I<br />
COOH<br />
∆<br />
COOH<br />
Ac. Cinnamique<br />
a<br />
OH<br />
ac. ortho-coumarique<br />
hν<br />
C<br />
b<br />
COOH<br />
d<br />
COOH<br />
O<br />
O<br />
O-Glucoside<br />
Coumarine ac-β-D-glucoside O-Coumarine<br />
O-Glucoside<br />
La structure de coumarine est dérivée de l'acide cinnamique par l'intermédiaire de<br />
l'ortho-hydroxylation (a), de l'isomérisation trans-cis de la chaîne latérale (b) et (c), et de<br />
la lactonisation (d). La forme trans est stable et ne pourrait pas cycliser, donc, il devrait y<br />
avoir d'isomérisation d'une certaine sorte et l'isomérase d'<strong>en</strong>zymes est impliquée.<br />
I.5.3 Intérêt des coumarines<br />
Les coumarines ont des propriétés antipyrétique, analgésique, sédative, antioedémateuses<br />
et anti convulsivante. Ils sont probablem<strong>en</strong>t responsables de l’effet<br />
anticonvulsivante [74]. Les coumarines ont indiquées dans les cas de lymphoedème du<br />
membre supérieur après traitem<strong>en</strong>t radiochirurgical du cancer du sein. Concernant les<br />
dérivés coumariniques, certains d’<strong>en</strong>tre-eux possèd<strong>en</strong>t des activités pharmacologiques,<br />
principalem<strong>en</strong>t anticoagulantes. Les plus connus sont le dicoumarol et l’esculoside, tout<br />
deux veinotoniques et vasculoprotecteurs (Hostettmann, 1997) [75].<br />
36
Chapitre I<br />
I.6 Les huiles ess<strong>en</strong>tielles<br />
Les huiles ess<strong>en</strong>tielles sont des produits obt<strong>en</strong>us soit à partir des matières<br />
premières naturelles par distillation à l’eau, soit à partir des fruits de citrus par des<br />
procédés mécaniques et qui sont séparés de la phase aqueuse par des procédés<br />
physiques[76].<br />
Dans la plante, les huiles ess<strong>en</strong>tielles peuv<strong>en</strong>t être stockées dans divers organes : fleurs<br />
(origan), feuilles (citronnelle, eucalyptus), écorces (cannelier), bois (bois de rose,<br />
santal), racines (vétiver), rhizomes (acore), fruits (badiane) ou graines (carvi) [77]. La<br />
synthèse et l’accumulation des huiles ess<strong>en</strong>tielles, classées parmi les métabolites<br />
secondaires, se font généralem<strong>en</strong>t au niveau des structures histologiques spécialisées,<br />
souv<strong>en</strong>t localisées sur la surface de la plante [78].<br />
Parmi les composants majoritaires des huiles ess<strong>en</strong>tielles, nous trouvons les<br />
terpénoïdes qui possèd<strong>en</strong>t un rôle écologique lors des interactions végétales, comme<br />
ag<strong>en</strong>ts allélopathiques, c’est-à-dire inhibiteur de la germination, mais aussi lors des<br />
interactions végétal-animal, comme ag<strong>en</strong>t de protection contre les prédateurs tels que les<br />
insectes. Ils intervi<strong>en</strong>n<strong>en</strong>t égalem<strong>en</strong>t, par leurs odeurs caractéristiques, dans l’attraction<br />
de pollinisateurs [79].<br />
Une variété de produits à odeur plus ou moins formulée selon la conc<strong>en</strong>tration <strong>en</strong><br />
composés et <strong>en</strong> composés volatils récoltés, est alors obt<strong>en</strong>ue. Les huiles ess<strong>en</strong>tielles<br />
produites par hydrodistillation, <strong>en</strong>traînem<strong>en</strong>t à la vapeur ou expression de l’écorce des<br />
fruits, sont les produits les plus conc<strong>en</strong>trés <strong>en</strong> composés olfactifs [80].<br />
Chacun de ces composés de part leur volatilité dégage une odeur propre. Ainsi<br />
certaines plantes peuv<strong>en</strong>t avoir une odeur similaire due à une molécule commune<br />
prés<strong>en</strong>te <strong>en</strong> quantité notable dans l’huile ess<strong>en</strong>tielle. Dans ces conditions, une fois le ou<br />
les composés responsables d’une odeur id<strong>en</strong>tifié, si le caractère olfactif de ces composés<br />
s’avère intéressant, il serait alors r<strong>en</strong>table, selon le contexte économique, de produire<br />
des espèces végétales susceptibles de fournir une huile ess<strong>en</strong>tielle à haute t<strong>en</strong>eur<br />
moléculaire <strong>en</strong> composés recherchés, et donc généralem<strong>en</strong>t de meilleure qualité [79].<br />
I.6.1 Procède classique d’extraction des huiles ess<strong>en</strong>tielles<br />
La distillation est un procédé de séparation basé sur la différ<strong>en</strong>ce de composition<br />
<strong>en</strong>tre un liquide et la vapeur <strong>en</strong>g<strong>en</strong>drée. La technique implique la cond<strong>en</strong>sation de la<br />
vapeur et la récupération des fractions liquides résultantes. On parle de distillation<br />
37
Chapitre I<br />
simple ou fractionnée lorsqu’il s’agit de liquides miscibles. On peut égalem<strong>en</strong>t procéder<br />
à la distillation de liquides non miscibles. C’est le cas de l’hydrodistillation des huiles<br />
ess<strong>en</strong>tielles [81].<br />
I.6.2 Production des huiles ess<strong>en</strong>tielle : l’hydrodistillation<br />
L’<strong>en</strong>traînem<strong>en</strong>t à la vapeur d’eau est l’une des méthodes officielles pour<br />
l’obt<strong>en</strong>tion des huiles ess<strong>en</strong>tielles. A la différ<strong>en</strong>ce de l’hydrodistillation, cette technique<br />
ne met pas <strong>en</strong> contact direct l’eau et la matière végétale à traiter. De la vapeur d’eau<br />
fournie par une chaudière traverse la matière végétale située au dessus d’une grille.<br />
Durant le passage de la vapeur à travers le matériel, les cellules éclat<strong>en</strong>t et libèr<strong>en</strong>t<br />
l’huile ess<strong>en</strong>tielle qui est vaporisée sous l’action de la chaleur pour former un mélange<br />
« eau + huile ess<strong>en</strong>tielle ».<br />
Le mélange est <strong>en</strong>suite véhiculé vers le cond<strong>en</strong>seur et l’ess<strong>en</strong>cier avant d’être séparé <strong>en</strong><br />
une phase aqueuse et une phase organique : l’huile ess<strong>en</strong>tielle. L’abs<strong>en</strong>ce de contact<br />
direct <strong>en</strong>tre l’eau et la matière végétale, puis <strong>en</strong>tre l’eau et les molécules aromatiques<br />
évite certains phénomènes d’hydrolyse ou de dégradation pouvant nuire à la qualité de<br />
l’huile. L’hydrodiffusion est une variante de l’<strong>en</strong>traînem<strong>en</strong>t à la vapeur (figure I.11).<br />
Figure [I.11] : Appareillage utilisé p<strong>en</strong>dant l’hydrodistillation d’huile ess<strong>en</strong>tielle [82].<br />
Le montage de type Schilcher [82] (figure I.11) est composé de quatre parties<br />
principales:<br />
1. le réacteur, un ballon dans lequel on introduit la matière végétale et l’eau.<br />
2. la colonne, un cylindre <strong>en</strong> verre placé au-dessus du réacteur qui recueille la phase<br />
vapeur.<br />
38
Chapitre I<br />
3. le réfrigérant dans lequel se recond<strong>en</strong>s<strong>en</strong>t les vapeurs.<br />
4. le vase flor<strong>en</strong>tin où vont se séparer la phase organique (huile ess<strong>en</strong>tielle) et la phase<br />
aqueuse (eau florale).<br />
Ce système peut être équipé d’un recyclage ou cohobage : un principe de siphon<br />
r<strong>en</strong>voie l’eau florale du vase flor<strong>en</strong>tin vers le réacteur. Un simple robinet au bas du vase<br />
permet de recueillir l’huile ess<strong>en</strong>tielle à la fin de la réaction.<br />
Le milieu réactionnel constitué par la matière végétale et l’eau est porté à ébullition<br />
grâce à un chauffe-ballon.<br />
La température est limitée par la température d’ébullition de l’eau 100°C.<br />
La composition chimique des huiles ess<strong>en</strong>tielles dép<strong>en</strong>d largem<strong>en</strong>t de l’influ<strong>en</strong>ce des<br />
conditions d’hydrodistillation sur l’ess<strong>en</strong>ce cont<strong>en</strong>ue dans la plante.<br />
I.6.4 Principales structures chimiques des huiles ess<strong>en</strong>tielles [83]<br />
Les huiles ess<strong>en</strong>tielles sont constituées principalem<strong>en</strong>t de deux groupes de<br />
composés odorants distincts selon la voie métabolique empruntée ou utilisée. Il s’agit<br />
des terpènes, prépondérants dans la plupart des ess<strong>en</strong>ces, et des dérivés du<br />
phénylpropane, retrouvé <strong>en</strong> tant que composé majoritaire dans quelques unes, telles que<br />
les ess<strong>en</strong>ces d’anis, de cannelle, de girofle, etc… Divers autres constituants minoritaires<br />
leurs sont associés. De nombreux dérivés porteurs de fonctions diverses sont égalem<strong>en</strong>t<br />
considérés comme des composés terpéniques.<br />
Les composés terpéniques sont issus d’une voie métabolique secondaire de l’acide<br />
mévalonique. Suivant le nombre <strong>en</strong>tier d'unités p<strong>en</strong>tacarbonés (C 5 ) ramifiées, dérivées<br />
du 2-méthylbutadiène (isoprène), nous pouvons réaliser la classification suivante :<br />
C 3 H<br />
C 2 H<br />
C 2 H<br />
Figure [I.12] : L’isoprène.<br />
Pour n = 2: les monoterpènes. Ces terpènes proprem<strong>en</strong>t dits sont des<br />
hydrocarbures <strong>en</strong> C 10 . Ils peuv<strong>en</strong>t être acycliques, monocycliques ou bicycliques. A ces<br />
39
Chapitre I<br />
terpènes se rattach<strong>en</strong>t un certain nombre de produits naturels à fonctions chimiques<br />
spéciales, surtout alcool et aldéhyde.<br />
CH<br />
2 OH<br />
COOH<br />
64 acide transgéranique 65 citronellol 66 β- phellandrène<br />
Figure [I.13] : Exemple des composants monoterpéniques.<br />
Pour n = 3: les sesquiterpènes. Ce sont des hydrocarbures de formule C 15 , soit<br />
une fois et demie (sesqui-) la molécule des terpènes (<strong>en</strong> C 10 H 16 ). Un groupe particulier<br />
de sesquiterpènes est représ<strong>en</strong>té par les azulènes, composés instables dont le nom vi<strong>en</strong>t<br />
de leur coloration bleue et qui sont importants <strong>en</strong> pharmacognosie <strong>en</strong> raison de leurs<br />
propriétés anti-inflammatoires. Ces composés, non saturés, sont constitués par deux<br />
cycles p<strong>en</strong>ta et hepta carbonés. Nous retrouvons dans ce groupe le chamazulène (des<br />
ess<strong>en</strong>ces de camomille et de matricaire).<br />
67 Cadin<strong>en</strong>e 68 Eudesmol<br />
Figure [I.14] : Exemple des composants sesquiterpéniques<br />
Pour n = 4: les diterpènes qui sont des dérivés d’hydrocarbures <strong>en</strong> C 20 . Ces<br />
composés, à point d'ébullition élevé, se r<strong>en</strong>contr<strong>en</strong>t surtout dans les résines.<br />
69 Acide abiétique<br />
Figure [I.15] : Exemple des composants diterpéniques.<br />
40
Chapitre I<br />
Pour n = 5: les sesterpènes. Ce sont des dérivés d’hydrocarbures <strong>en</strong> C 25 .<br />
Pour n = 6: les triterpènes. Ces composés <strong>en</strong> C 30 sont très répandus, notamm<strong>en</strong>t<br />
dans les résines, à l'état libre, estérifiés, ou sous forme hétérosidique.<br />
70 Squaléne<br />
Figure [I.16] : Exemple des composants triterpéniques.<br />
Pour n = 8 et les polyterpènes le caoutchouc naturel est l’exemple plus nomme. Le<br />
caoutchouc naturel est un polymère de l'isoprène. Il est produit par la coagulation par la<br />
chaleur de la sève de l'hévéa.<br />
71 Caoutchouc naturel.<br />
Figure [I.17] : Exemple des composants polyterpènes.<br />
Dans une huile ess<strong>en</strong>tielle, nous retrouvons presque exclusivem<strong>en</strong>t des mono- et<br />
sesquiterpènes.<br />
Les dérivés du phénylpropane sont moins abondants que les terpénoïdes, ce sont<br />
des arènes issues d’une voie métabolique secondaire dite de l’acide shikimique luimême<br />
intermédiaire de la synthèse de la lignine à partir du phénylpropane.<br />
Les composés sont néanmoins importants sur le plan qualitatif et quantitatif chez<br />
certaines espèces. Par exemple, le trans-anéthole qui est la molécule responsable <strong>en</strong><br />
grande partie de l’arôme d’anis, constitue <strong>en</strong>viron 80% de l’huile ess<strong>en</strong>tielle de f<strong>en</strong>ouil<br />
(1-3% d’ess<strong>en</strong>ce), et d’anis vrai (3% d’ess<strong>en</strong>ce). Les dérivés phénylpropanoïques et les<br />
terpénoïdes sont associés <strong>en</strong> nombre et <strong>en</strong> proportions très variables de telle sorte que le<br />
41
Chapitre I<br />
produit est hétérogène et complexe sur le plan chimique. Ils sont biosynthétisés au sein<br />
des mêmes organes sécréteurs où ils form<strong>en</strong>t l’ess<strong>en</strong>ce naturelle [84].<br />
I.6.5 Analyse chromatographique et id<strong>en</strong>tification des constituants dans un<br />
mélange<br />
La séparation des composés s’effectue <strong>en</strong> général par CPG notamm<strong>en</strong>t pour les<br />
composes volatils (mono-et sesquiterpènes) et par HPLC pour les composés pas ou peu<br />
volatiles. Les colonnes utilisées sont souv<strong>en</strong>t apolaires exemple HP-5 et DB-5 du fait<br />
des caractéristiques apolaires de la majorité des composés mono-et sesquiterpènes [85].<br />
La méthode couramm<strong>en</strong>t utilisée pour l’id<strong>en</strong>tification des huiles ess<strong>en</strong>tielles est le<br />
couplage CPG/SM. Il permet de connaître, dans la grande majorité des cas, la masse<br />
moléculaire d’un composé et d’obt<strong>en</strong>ir des informations structurales relatives à une<br />
molécule à partir de sa fragm<strong>en</strong>tation (86, 87). En parallèle, une expression<br />
mathématique générale qui donne une meilleure approximation des indices de Kovts,<br />
recommandée par la firme "Chromatographic Society" est la suivante (Evans et al, 1989)<br />
[88]. Les indices de Kovats sont les temps de rét<strong>en</strong>tion relatifs des substances analysées<br />
par rapport à celles des alcanes. La formule ci-dessous décrit le calcul des indices de<br />
Kovats à partir des temps de rét<strong>en</strong>tions des composés cibles et ceux des alcanes :<br />
I<br />
⎡ t<br />
= 100⎢<br />
⎢⎣<br />
tR(<br />
Ri<br />
z+<br />
1)<br />
− tRz<br />
− t<br />
Rz<br />
⎤<br />
+ Z ⎥<br />
⎥⎦<br />
Où I : indice de Kovats d'une substance A<br />
z = nombre d’atomes de carbone de l’alcane qui sort avant le composé inconnu<br />
t R = temps de rét<strong>en</strong>tion,<br />
i = molécule inconnue,<br />
z = nombre d’atomes de carbone de l’alcane qui sort avant le composé inconnu<br />
(z +1) = nombre d’atomes de carbone de l’alcane qui a été élué après le composé<br />
inconnu.<br />
42
Chapitre I<br />
I.6.6 Les huiles ess<strong>en</strong>tielles et leur activité anti-microbi<strong>en</strong>ne<br />
Les huiles ess<strong>en</strong>tielles ou les volatiles, sont des produits naturels obt<strong>en</strong>us à partir<br />
de différ<strong>en</strong>tes parties de plantes (fleurs, graines, feuilles, écorce, fruits, herbes et racines)<br />
le plus souv<strong>en</strong>t par la méthode de distillation à la vapeur d’eau [89]. Les terpénoïdes et<br />
les phénylpropanoïdes ont montré une activité antimicrobi<strong>en</strong>ne plus élevée des terpènes<br />
oxygénés <strong>en</strong> comparaison des terpènes hydrocarbures a été observée [90-93]. Les<br />
composants oxygénés purs ont aussi montré une activité supérieure par rapport aux<br />
huiles ess<strong>en</strong>tielles dans lesquelles ils se trouv<strong>en</strong>t. Ceci a été observé pour la géraniol et<br />
citronéllol de l’huile de géranium [94] et égalem<strong>en</strong>t pour le thymol et le carvacrol des<br />
HE du poivron [95].<br />
Les huiles ess<strong>en</strong>tielles peuv<strong>en</strong>t aussi inhiber la synthèse de DNA, RNA, des<br />
protéines et des polysaccharides [96]. Le tableau (I. 8) montre quelques molécules<br />
aromatiques selon leur fonction chimique et activité biologique.<br />
Tableau [I.8] : Classem<strong>en</strong>t et activité biologique de molécules aromatiques selon leur<br />
fonction chimique.<br />
Composé<br />
aromatique<br />
développées<br />
Propriétés<br />
Phénol<br />
Alcool<br />
Terpénique<br />
72 Carvacrol<br />
OH<br />
OH<br />
Stimulantes, Toniques Antiseptiques<br />
Bactéricides, Fongicides, Anti-virale,<br />
Antiparasitaires, Irritantes<br />
73 Géraniol<br />
CH 3<br />
CH 3<br />
Ether-oxide,<br />
péroxyde<br />
H 3 C<br />
O<br />
74 Cinéole<br />
Antibactéri<strong>en</strong>s Antifongiques<br />
Insecticides, L’ascaridole est fortem<strong>en</strong>t<br />
réactif et toxique (par la liaison –O-O-)<br />
43
Chapitre I<br />
CH 3<br />
O<br />
Cétones<br />
H 3 C<br />
CH 3<br />
Calmantes, Antivirales, Antifongiques<br />
Neurotoxiques Anti-épileptique<br />
75 Carvone<br />
Hydrocarbures<br />
aliphatiques,<br />
sesquiterpènes<br />
H 3 C<br />
CH 3<br />
CH 2<br />
76 Limon<strong>en</strong>e<br />
Fongistatique Bactériostatique<br />
Insecticides<br />
Nematicide Herbicide<br />
I.7 Activité antiradicalaire sur DPPH<br />
L'utilisation d'antioxydants est nécessaire dans les industries cosmétiques,<br />
agroalim<strong>en</strong>taires… <strong>en</strong> tant que conservateurs des corps gras. Or, dans l'oxydation d'un<br />
corps gras, <strong>en</strong> contact avec l'oxygène de l'air, ou inclus dans une membrane biologique,<br />
intervi<strong>en</strong>t un type particulier d'intermédiaires à courte durée de vie, les radicaux libres,<br />
qu'il convi<strong>en</strong>t de neutraliser pour assurer sa protection. C'est pourquoi les substances<br />
antioxydantes sont souv<strong>en</strong>t antiradicalaires [97]. Les radicaux libres sont égalem<strong>en</strong>t<br />
produits dans notre organisme sous l'action de facteurs décl<strong>en</strong>chants externes (UV,<br />
fumées de combustion, solvants….), mais égalem<strong>en</strong>t dans le cadre de phénomènes<br />
biologiques importants, comme la respiration cellulaire. La production perman<strong>en</strong>te de<br />
ces molécules réactives dans notre corps est généralem<strong>en</strong>t contrôlée par l'action de<br />
systèmes <strong>en</strong>zymatiques ou d'antioxydants. Lorsque cet équilibre précaire est rompu <strong>en</strong><br />
faveur des radicaux libres, il se produit un stress oxydatif. Par les dommages ainsi causés<br />
à nos cellules, ces différ<strong>en</strong>ts mécanismes sembl<strong>en</strong>t jouer un rôle prépondérant dans les<br />
phénomènes du vieillissem<strong>en</strong>t et <strong>en</strong>g<strong>en</strong>drer des pathologies telles que des cancers et de<br />
troubles neurodégénératifs. L'apport exogène d'antioxydants pourrait donc ral<strong>en</strong>tir, voire<br />
prév<strong>en</strong>ir, ces désordres physiologiques [98].<br />
44
Chapitre I<br />
Référ<strong>en</strong>ce<br />
1. Crete P. (1965) : Précis de botanique. Masson, Paris, édition 2, P 429.<br />
2. Bonnier. (1934). Flore complète de France, Suisse et Belgique. édition 10, P 118.<br />
3. Deysson G. (1964) : organisation et classification des plantes vasculaire. SEDES Paris<br />
2, P 434.<br />
4. M<strong>en</strong>ichini, F., Statti, G., Delle Monache, F. (1994): Dipartim<strong>en</strong>to di Chimica,<br />
Universita degli Studi della Calabria, Arcavacata di R<strong>en</strong>de, Italy. Flavonoid<br />
glycosides from Scorzonera columnae. Fitoterapia 65(6), 555-6.<br />
5. Oksuz, S., Gor<strong>en</strong>, N.; Ulubel<strong>en</strong>, A. (1990): Terp<strong>en</strong>oids from Scorzonera tom<strong>en</strong>tosa.<br />
Fitoterapia 61(1), 92-3.<br />
6. Tolstikhina V. V., Sem<strong>en</strong>ov A. A. (1998): Minor metabolites of Scorzonera hispanica<br />
L. Cell culture SO RAN, Irkutsk, Russia. Rastitel'nye Resursy 34(2), 77-80.<br />
7. Bin W., Guo Q. Li., Pei J. Qiu., Hua Shi Guan. (2007): Two new olean-type triterp<strong>en</strong>e<br />
fattyesters from Scorzonera mongolica. Chinese Chemical Letters 18, 708–710.<br />
8. Ting-Fu J., Yuan-Hong W., Zhi-Hua L., and Mei E. (2007): Determination of kava<br />
lactones and flavonoid glycoside in Scorzonera austriaca by capillary zone<br />
electrophoresis. Journal of Pharmaceutical and Biomedical Analysis 43, 854–858.<br />
9. Gray P.G.,and Grundon, M.F. (1983): Structural diversity and distribution of<br />
coumarins and chromones in the Rutales .Chemistry and Chemical Taxonomy of the<br />
Rutales. Academic Press, London, UK, pp. 97-146.<br />
10. Sari A., Zidorn C., Ellmerer E. P., Ozgokce F., Ongania K. H. (2007): ph<strong>en</strong>olic<br />
compounds from Scorzonera tom<strong>en</strong>tosa L. Helvetica Chimica Acta 90(2), 311-317.<br />
11. Paraschos S., Magiatis P., Kalpoutzakis E., Harvala C., Skaltsounis A. L.<br />
(2001): Three new dihydroisocoumarins from the Greek <strong>en</strong>demic species<br />
Scorzonera cretica. Journal of Natural Products 64(12), 1585-1587.<br />
12. Robles M., Aregullin M., West J., and Rodriguez E. (1995): Rec<strong>en</strong>t studies on<br />
the zoopharmacognosy, pharmacology, and neurotoxicology of sesquiterp<strong>en</strong>e<br />
lactones. Planta Medica 61, 199-203.<br />
13. Cho J. Y., Baik U. K., Jung J. H., Park M. (2000): European Journal of Pharmacology<br />
398 399-407.<br />
14. Kasai R., Shingu T., Wu R. Y., Hal I. H., Lee K. H. (1982): Journal of Natural<br />
Products 45(3), 317-320.<br />
45
Chapitre I<br />
15. Scaltse H., Lazari D., Panagouleas C., Geogiadou E., Garcia B., Sokovic M. (2000):<br />
Phytochemistry 55(8), 903-908.<br />
16. Picman A. K. (1986): Biological activities of sesquiterp<strong>en</strong>e lactones. Biochemical<br />
Systematics and Ecology 14, 255-281.<br />
17. Li J., Wu Q. X., Shi Y. P., Zhu Y. (2004): A new sesquiterp<strong>en</strong>e lactone from<br />
scorzonera austriaca. Chinese Chemical Letters 15(11), 1309-1310.<br />
18. Bryanskii O. V., Tolstikhina V. V., Zinch<strong>en</strong>ko S. V., Sem<strong>en</strong>ov A. A. (1992):<br />
A sesquiterp<strong>en</strong>e glucoside from cultivated cells. Khimiya Prirodnykh Soedin<strong>en</strong>ii<br />
(6), 640-645.<br />
19. Zidorn C., Ellmerer-Muller E. P., Stuppner H. (2000): Sesquiterp<strong>en</strong>oids from<br />
Scorzonera hispanica L. Pharmazie 55(7), 550-551.<br />
20. Boussaada O., Saidana D., Chriaa J., Mejda D., Helal A. (2008): Chemical<br />
composition and Antimicrobial Activity of Volatile Compon<strong>en</strong>ts of Scorzonera<br />
undulate. Journal of ess<strong>en</strong>tial Oil Research 20, 358-362.<br />
21. Wang B., Li G., Guan H. (2007): Analysis of volatile oils and inorganic elem<strong>en</strong>t of<br />
Scorzonera mongolica maxim by GC-MS and ICP-MS. Shizh<strong>en</strong> Guoyi Guoyao<br />
18(10), 2364-2365.<br />
22. Bruneton J. (1999) : Pharmacognosie -Phytochimie, Plantes Médicinales, 3 ème édition,<br />
Ed. Tec et Doc Lavoisier, 1120 p., Paris.<br />
23. Dey, P.M., Harborne, J.B. (1991): Methods in plant biochemistry. Volume 7,<br />
Terp<strong>en</strong>oids. Academic press.<br />
24. Manitto, P. (1981): Biosynthesis of natural products. John willey et sons. New york.<br />
25. Loomis, D., and R. Croteau. (1980): Biochemistry of Terp<strong>en</strong>oids: A Compreh<strong>en</strong>sive<br />
Treatise. In: P. K. Stumpf and E. E. Conn (eds.) the Biochemistry of Plants. Lipids:<br />
Structure and Function No. 4. p 364-410. Academic Press, San Francisco.<br />
26. All<strong>en</strong>, K. G., Banthorpe, D. V., and Charlwood B. V. (1977): Metabolic pools<br />
associated with monoterp<strong>en</strong>e biosynthesis in higher plants. Phytochemistry<br />
16, 79-83.<br />
27. Harborne, J. B., & Williams, C. A. (2000): Advances in flavonoid research<br />
since 1992. Phytochemistry 55, 481-504.<br />
28. Grisebach H. (1965): Chemistry and Biochemistry of Plant Pigm<strong>en</strong>ts, T.W<br />
Goodwin éditeur, Acadimic Press, New York.<br />
29. Heller W., and Forkmann G. (1993): Biosynthesis of Flavonoids. In The<br />
Flavonoids: Advances in research since 1986. Harborne J.B. Ed. Chapman &<br />
Hall.<br />
46
Chapitre I<br />
30. Wong E., et Moustapha E. (1966): Tetrach. Letters. 26, 3021.<br />
31. Mahesh V., Bet Seshadri T.R. (1955): J. chem.Sac 2533.<br />
32. Pachéco H., et Grouiller A. (1966): Bull. Soc. Chim 10, 3212.<br />
33. Wong E., Mortimer P. P., Geissman T. A. (1965): Phytochem 4. 89.<br />
34. Pachéco H. (1956): Bull. Soc. Chim. 1600.<br />
35. Maxwell C. A., Philips D. A. (1990): Plant Physiology 93, 1552.<br />
36. Barz W., Welle R., in: H.A. Stafford (Ed.). (1990): Flavonoid Metabolism,<br />
CRC Press, Boca Raton, FL, USA, p. 139. 360.<br />
37. Middleton E. M., Teramura A. H. (1993): Plant Physiology 103 741.<br />
38. Wang C. Y., Huang H. Y., Kuo K.-L., Hsieh Y. Z. (1998): Journal of<br />
Chromatography A 802 225.<br />
39. Etherington J. R. (1983): Wetland Ecology, Edward Arnold Publishers, UK<br />
.p. London.<br />
40. Goto T., Kondo T. (1991): Angewandte Chemie 30 17.<br />
41. Biggs D. R., Lane G.A. (1978): Phytochemistry 17 1683.<br />
42. Rice-Evans C. A., Miller N. J., Paganga G. (1997): Tr<strong>en</strong>ds Plant Sci<strong>en</strong>ce 2.<br />
43. Van d. B. R., Ha<strong>en</strong><strong>en</strong> G., van d. B. H., van d. V.W., Bast A. (2000): The<br />
predictive value of antioxidant capacity of structurally related flavonoids<br />
using the Trolox equival<strong>en</strong>t antioxidant capacity (TEAC) assay. Food<br />
Chemistry 70 391.<br />
44. Read M. A. (1995): Flavonoids: naturally occurring anti-inflammatory ag<strong>en</strong>ts<br />
Vascular. American Journal of Pathology 147(2), 235-237.<br />
45. Middleton E., Kandaswami C. (1992): Effects of flavonoids on immune and<br />
inflammatory functions. Biochemical Pharmacology 43, 1167-1179.<br />
46. Matsuda H., Morikawa T., Toguchida I., Harima S., Yoshikawa M. (2002): Chemical<br />
and Pharmaceutical Bulletin 50, 972.<br />
47. Hu C. Q., Ch<strong>en</strong> K., Shi Q., Kilkuskie R. E., Ch<strong>en</strong>g Y. C., Lee K. H. (1994): Journal<br />
of Natural Products 57 42.<br />
48. Shi R. X., Ong C. N., Sh<strong>en</strong> H. M. (2005): Cancer Research 65 7815.<br />
49. Shi R. X., Ong C. N., Sh<strong>en</strong> H. M. (2004): Oncog<strong>en</strong>e 23 7712.<br />
50. Amaral A. C. F., Kuster R. M., Gonçalves J. L. S. and Wigg M. D. (1999): Fitotirapia<br />
70 293-295.<br />
47
Chapitre I<br />
51. Mori A., Nishiro C. and Tawata S. (1987): Phytochemistry 18 (26), 2231-2234.<br />
52. Nijveldt R. J., van Nood E., van Hoorn D. E. C., Boel<strong>en</strong>s P. G., van Norr<strong>en</strong> K., van<br />
Leeuw<strong>en</strong> P. A. M. (2001): Flavonoids: a review of probable mechanisms of actions<br />
and pot<strong>en</strong>tial applications. American Journal of Clinical Nutrition 74 418.<br />
53. Jurd L. (1969): Phytochemistry 8, 445-462.<br />
54. Voirin B. (1983): Phytochemistry 22, 2107-2145.<br />
55. Ngw<strong>en</strong>dson J. N., Bedir E., Efange S. M. N., Okunji C. O., Iwu M. M., Schuster B. G.<br />
and Khan I. A. (2003): Pharmazie 58, 587-589.<br />
56. Barnes C. S., and Occolowitz J. L., (1964): Aust. J. Chem. 17 975.<br />
57. B<strong>en</strong>kiniouar R. (2007): Thèse de Doctorat d’Etat <strong>en</strong> Chimie Organique P17.<br />
58. Mabry T. J., Markham K. R. and Thomas M. B. (1970): The Systematic Id<strong>en</strong>tification<br />
of Falvonoids, Springer-verlag, New-York.<br />
59. Markham K. R. and Geiger H. (1994): The Flavonoids, ed. Harborne J. B., Capman<br />
and Hall, London.<br />
60. Markham K. R. and Mabry T. J. (1975): In The Flavonoids, (Harborne J. B., Mabry<br />
T., and Mabry H. eds) Cahpman and Hall London, 45.<br />
61. Sang S., Laspley K., Jeong W. S., Lachance P. A., Ho C. T., Ros<strong>en</strong> R. T. (2002):<br />
Journal of Agricultural and Food Chemistry 50, 2459-2463.<br />
62. Bilia A. R., Ciampi L., M<strong>en</strong>dez J., Morelli I. (1996): Pharmaceutics Acta Helvetiae<br />
71, 199- 204.<br />
63. Gray A. I., and Waterman P. G. (1978): Phytochemistry, 17 845.<br />
64. Dean F. M., (1952): Fortschr. Chem. Org. Naturst. 9 225.<br />
65. Späth E. (1937): Ber. Dtsch. Chem. Ges., 70A, 83.<br />
66. Bourgaud F., Allard N., Guckert A., et Forlot P. (1989): Natural sources of<br />
furocoumarins (psoral<strong>en</strong>s). In Psoral<strong>en</strong>s: Past, Pres<strong>en</strong>t and Future of<br />
Photochemoprotection and other biological activities, T.B. Fitzpatrick, Forlot, P.,<br />
Pathak, M.A., Urbach, F., ed (Paris: John Libbey Eurotext), pp. 219-230.<br />
67. Murray R. D.H., M<strong>en</strong>dez J., Brown S.A. (1982): The Natural Coumarines<br />
Occurr<strong>en</strong>ce, Chemistry and Biochemistry, a Wiley Intersci<strong>en</strong>ce Publication.<br />
48
Chapitre I<br />
68. Murray R. D. H. (1963): In Naturally Occuring Plants Coumarins, Butterworth,<br />
London.<br />
69. Weterman P. G., and Grundon M. F. (1983): Chemistry, Chemical Taxonomy Of The<br />
Rutales, Academic Press London-New york.<br />
70. Murray R. D. H. (1963): In Naturally Occuring Plants Coumarins, Butterworth,<br />
London, 203.<br />
71. Bernfled P. (1963): Biog<strong>en</strong>esis Of Natural Compounds, Ed. Pergamon Press, OsFord,<br />
New York, Paris 568.<br />
72. Richter G., (1993) : Metabolisme des Végétaux, Physiologie et Biochimie 5 eme ed.<br />
Lausanne 339.<br />
73. Stewart A. B. (1979): Planta. Med, 36 (4), 299.<br />
74. Gupta M. B., Nath R. (1980): Anti inflammatory and antipyretic activities of<br />
sitosterol, Planta medica 39, 157-163.<br />
75. Hostettmann, K. (1997): Tout Savoir sur le Pouvoir des Plantes Sources de<br />
Médicam<strong>en</strong>ts. Editions Favre, Lausanne, pp. 93, 104, 135.<br />
76. Peyron L., Richard Hubert. (1992): L’extraction des épices et herbes<br />
aromatiques et les différ<strong>en</strong>ts types d’extraits. Epices et aromates. Tec et Doc<br />
Lavoisier, APRIA., Paris.<br />
77. Leon R. H. O. (2005): Substitution de solvants et matieres actives de synthese par un<br />
combine « solvant/actif » d’origine vegetale. Thèse de l’institut national<br />
polytechnique de Toulouse, France.<br />
78. Brunechon J. (1987): Pharmacognosie, Ecole technique de docum<strong>en</strong>tation, Ed.<br />
Ravoilie.<br />
79. Lang<strong>en</strong>heim J. H. (1969): Amber: a botanical inquiry. Sci<strong>en</strong>ce. 163(872),<br />
1157-1169.<br />
80. Tedder J.M. (1970): Basic Organic chemistry. Ed. John Wiley & Sons. New<br />
York.<br />
81. Rose A. E. (1965): Technique of organic chemistry. Vol. IV: Distillation. Ed.<br />
John Wiley & Sons. New York. 1-30.<br />
82. Bourrel C. (1993): Analyse chimique, activités biostatiques et antioxydantes<br />
d’extraits de plantes aromatiques sélectionnées. Thèse de l’Institut National<br />
Polytechnique de toulouse. Toulouse, France.<br />
83. Ganou L. (1993): Contribution à l’étude des mécanismes fondam<strong>en</strong>taux de<br />
l’hydrodistillation des huiles ess<strong>en</strong>tielle. Thèse de l’INP Toulouse, France.<br />
49
Chapitre I<br />
84. Cu J.Q. (1990): Extraction de compositions odorantes végétales par divers<br />
solvants organiques. Thèse de l’Institut Nationale Polytechnique. Toulouse,<br />
France.<br />
85. Mostafa M. métabolisme des terpénoïdes chez les caprins. Thèse de l’Institut<br />
des Sci<strong>en</strong>ces et Industries du Vivant et de l’Environnem<strong>en</strong>t (AgroParisTech).<br />
Thèse de l’INRA Paris, France.<br />
86. Longevialle P. Spectrométrie de masse des substances organiques, Masson,<br />
Paris, 1981, 3-14 et 83-98.<br />
87. Evans M.B., and Hak<strong>en</strong> J.K. (1989): Rec<strong>en</strong>t Developm<strong>en</strong>ts in the Gas<br />
Chromatographic Ret<strong>en</strong>tion Index Scheme. J. Chrom. 472 93-127.<br />
88. Constantin E. (1996): Spectrométrie de masse. Lavoisier Tec & Doc, Paris. 1-<br />
14<br />
89. Van de Braak, S. A. A. J., and Leijt<strong>en</strong> G. C. J. J. (1999): Ess<strong>en</strong>tial Oils and<br />
Oleoresins, CBI,C<strong>en</strong>tre for the Promotion of Imports from Developing Countries,<br />
Rotterdam.<br />
90. Oh H. K., Sakai T., Jones M. B, and Longhurst W. M. (1967): Effects of various<br />
ess<strong>en</strong>tial oils isolated from Douglas fir needles upon sheep and deer rum<strong>en</strong><br />
microbial activity. Applied Microbiology 15, 777-784.<br />
91. Griffin S. G., Leach D. N., Markham J., and Johnstone R. (1998): Antimicrobial<br />
activity of ess<strong>en</strong>tial oils from Zieria. Journal of Ess<strong>en</strong>tial Oil Research 10, 165-174.<br />
92. Dorman, H. J. D., and Deans S. G.( 2000): Antimicrobial ag<strong>en</strong>ts from plants:<br />
antibacterial activity of plant volatile oils. Journal of Applied Microbiology 88, 308-<br />
316.<br />
93. Cox S. D., Mann C. M., and Markham J. L. (2001): Interactions betwe<strong>en</strong> compon<strong>en</strong>ts<br />
of the ess<strong>en</strong>tial oil of Melaleuca alternifolia. Journal of Applied Microbiology 91,<br />
492-497.<br />
94. Didry N., Dubreuil L., and Pinkas M. (1993): Antibacterial activity of thymol,<br />
carvacrol and cinnamaldehyde alone or in combination. Pharmazie 48, 301-304.<br />
95. Lis-Balchin, M., Deans S. G., and H. S. (1996): Bioactivity of geranium oils from<br />
differ<strong>en</strong>t commercial sources. Journal of Ess<strong>en</strong>tial Oil Research 8, 281-290.<br />
50
Chapitre I<br />
96. Zani F., G. Massimo., B<strong>en</strong>v<strong>en</strong>uti S., Bianchi A., Albasini A., Melegari M., Vampa<br />
G., Bellotti A., and Mazza P. (1991): Studies on the G<strong>en</strong>otoxic Properties of Ess<strong>en</strong>tial<br />
Oilswith Bacillus subtilis rec-Assay and Salmonella/Microsome Reversion Assay.<br />
PlantaMedica 57, 237-241.<br />
97. Helme J. P., Chazan J. B., and Perrin J. L. (1999): Les antioxydants In Actifs et<br />
additifs <strong>en</strong> cosmétologie 2 eme édition, p. 210-220, Paris.<br />
98. Ferrari J. (2002): Contribution à la connaissance du métabolisme secondaire des<br />
Thymelaceae et investigation phytochimique de l'une d'elles : Gnidia involucrata Steud.<br />
ex A. Rich., Faculté des sci<strong>en</strong>ces de l'Université de Lausanne, Thèse de doctorat, 215 p<br />
51
Chapitre II
Chapitre II<br />
II. Etude phytochimique de Scorzonera Undulata<br />
II.1.1 L'introduction<br />
Le g<strong>en</strong>re Scorzonera (Asteraceae) se trouve principalem<strong>en</strong>t dans les régions de<br />
sécheresse de l'Europe et de l'Asie. Elle se compose de 90 espèces europé<strong>en</strong>nes distribuant<br />
partout le contin<strong>en</strong>t, 23 espèces distribuant <strong>en</strong> Chine et représ<strong>en</strong>te <strong>en</strong> Algérie 8 espèces,<br />
Scorzonera alex<strong>en</strong>drina Boiss, Scorzonera caespiosa Pomel, Scorzonera coronopifolia desf ,<br />
Scorzonera fasciata pomel , Scorzonera lacinrata L, Scorzonera pygmoria S. et Sm, Scorzonera<br />
undulata Vahl , Scorzonera undulata Ball. non Vahl, ssp alex<strong>en</strong>drina Boiss, et ssp deliciosa<br />
Guiss arbitrant dans les zone aride, les hautes plateaux et dans le Sahara [1].<br />
Quelques espèces de scorsonère ont été employées dans la cuisine comme des légumes ou<br />
comme des plantes médicinales <strong>en</strong> Europe et <strong>en</strong> Asie [2].<br />
II.1.2 Position systématique<br />
Sous-embranchem<strong>en</strong>t : Angiosperme<br />
Classe :<br />
Dicotylédones<br />
Sous-classe :<br />
Gamopétales<br />
Ordre :<br />
Asterales<br />
Famille :<br />
Asteraceae<br />
G<strong>en</strong>re :<br />
Scorzonera Undulata Vahl<br />
Sous espèce<br />
deliciosa<br />
Nom Douiri :<br />
Alem<strong>en</strong><br />
Nom Arabe :<br />
Guiz<br />
Nom Français : Scorzonère à feuilles ondulées<br />
52
Chapitre II<br />
II.1.3 Synonymie du Scorzonera Undulata<br />
Scorzonera Undulata subsp. deliciosa (Guss.) Maire<br />
Scorzonera Undulata subsp. Undulata<br />
Scorzonera Undulata Vahl<br />
Scorzonera Undulata subsp. alexandrina (Boiss.) Maire<br />
Scorzonera Undulata var. alexandrina (Boiss.) Baratte<br />
Scorzonera Undulata var. filifolia Batt.<br />
Scorzonera Undulata var. lancifolia Pomel<br />
Scorzonera Undulata var. tetuan<strong>en</strong>sis (Webb) Pau<br />
II.1.4 Description de la plante Scorzonera Undulata<br />
Plante vivace, atteignant 20 cm <strong>en</strong>viron de haut. Feuilles <strong>en</strong> rosette d’un vert grisâtre<br />
longues, étroites et à bords ondulés. Fleurs, toutes ligulées, réunies <strong>en</strong> capitules pédoncules,<br />
pouvant mesurer plus de 5 cm de diamètre involucre à bractées vertes lancéolées à bords<br />
membraneux à pointe recourbée, les internes plus longues que les externes. Ligules d’un rose<br />
violacé, à base souv<strong>en</strong>t plus foncée, à sommet tronqué et d<strong>en</strong>té. 5 étamines à anthères pourprées<br />
formant un tube autour de style à 2 branches. Fruites; à rênes allongés à augettes<br />
plusieurs. Dont 5 soies plus grand .que le reste [3].<br />
II.1.5 Air géographique<br />
Espèce se r<strong>en</strong>contrant dans les zones arides, hautes plateaux (Algérie) et Sahara<br />
sept<strong>en</strong>trional.<br />
53
Chapitre II<br />
Figure [II.1] : Répartition géographique de scorzonera Undulata.<br />
P : prés<strong>en</strong>ce de scorzonera Undulata<br />
Figure [II.2] : Photos de la plante scorzonera Undulata dans la région de la récolte.<br />
54
Chapitre II<br />
II.1.6 Utilisation traditionnelle de Scorzonera Undulata<br />
Réputée efficace contre les morsure de serp<strong>en</strong>ts, les Scorsonéres tir<strong>en</strong>t leur nom de celui du<br />
symbole de la guérison, appelé scorsone <strong>en</strong> Itali<strong>en</strong>.<br />
Undulata s’applique aux feuilles de l’espèce, tandis que la sous espèce des régions aride est<br />
Alexandrina [3].<br />
II.2 Travaux personnels<br />
II.2.1 Récolte de la plantes Scorzonera Undulata<br />
La plante a été récolté dans la région de El-Aouinet Est de l’Algérie au mois d’Avril de<br />
l’année 2006 dans une zone Aride. Elle est id<strong>en</strong>tifiée par le Professeur Hocine Laouer<br />
Université de Sétif. Le séchage est effectué dans un <strong>en</strong>droit sec et à l’abri des rayons solaires,<br />
les racines ont été broyées et pesées : 980 gramme.<br />
II.2.2 Extraction des racines de Scorzonera Undulata<br />
Nous avons versé 3500 ml Dichorométhane (DCM) sur 970 g de poudre des racines<br />
cont<strong>en</strong>ue dans un bécher p<strong>en</strong>dant 24 h à la température ambiante. Cette opération a été répétée 3<br />
fois avec le même volume. Après filtration et évaporation du solvant, l’extrait Dichorométhane<br />
sec est 23g. Les CCM effectuée sur l’extrait dans différ<strong>en</strong>ts systèmes de solvants, montre que<br />
l’extrait DCM conti<strong>en</strong>t plusieurs tâches.<br />
II.2.3 Fractionnem<strong>en</strong>t et Séparation Grossière de L’extrait DCM<br />
Cette technique est utilisée la première fois par Call et al. (1986) [4] pour obt<strong>en</strong>ir un<br />
fractionnem<strong>en</strong>t grossier de l’extrait brut. Elle est rapide et économique, une chromatographie de<br />
partage avec une phase stationnaire de La silice Kieselgel Merck (70-230 mesh, 63-200 µm) a<br />
été réalisé selon le principe de la chromatographie liquide sous vide. La quantité de la phase<br />
stationnaire de gel de silice par rapport à la masse d’extrait était d’un facteur 1 à 30. L'extrait<br />
DCM est introduite sous forme solide après l’adsorption avec une quantité de silice de rapport 1<br />
à 5 dans un <strong>en</strong>tonnoir Büchner, un vide léger est crée par une pompe à palet. Des mélanges de<br />
55
Chapitre II<br />
solvants ont été préparés de gradi<strong>en</strong>t de polarité croissante de Dichorométhane dans l’hexane<br />
ont été utilisés pour la séparation. Le filtrat de chaque gradi<strong>en</strong>t de solvants est sécher.<br />
Poudre de Racines de scorzonera undulata<br />
.<br />
970 gr<br />
Macération dans le DCM<br />
Filtration<br />
Filtrat<br />
Résidu<br />
Distillation sous vide<br />
Macération dans le MeOH<br />
54 gr<br />
23 gr<br />
Extrait DCM<br />
Extrait MeOH<br />
Figure [II.3] : L’extraction de la plante Scorsonera Undulata.<br />
56
Chapitre II<br />
Conc<strong>en</strong>trât 11.5 gr<br />
Extrait DCM<br />
VLC<br />
90Hexane 70 Hexane 50 Hexane 100 DCM 50 DCM<br />
10 DCM 30DCM 50 DCM 50MeOH 100MeOH<br />
SU14a<br />
0.01mg<br />
SU14b<br />
3, 57 g<br />
SU14c<br />
33.3 mg<br />
SU14d<br />
5.2g<br />
Figure [II.4] : VLC de l’extrait DCM.<br />
II.2.4 Étude de la fraction su14b<br />
II.2.4.1 Colonne ouverte pour la faction SU14b<br />
L’exam<strong>en</strong> <strong>en</strong> chromatographie sur couche mince de Gel de silice 60 F 254 Merck, 0,2<br />
mm sur support d’aluminium de la fraction SU 14b. Le révélateur avec le réactif de Godin,<br />
composé de deux solutions A (Vanilline à 1% dans l’éthanol) et B (solution éthanolique d’acide<br />
sulfurique à 10%). La plaque est chauffée longuem<strong>en</strong>t à une température de 100 0 c après une<br />
première pulvérisation par la solution A puis une deuxième par la solution B, une couleur<br />
voilette apparait dans le visible. On remarque que les tâches ne sont pas visible dans la lumière<br />
UV (254 et 365 nm) et le meilleur système de séparation obt<strong>en</strong>ue était avec le système de<br />
solvant Hexane : Dichloraméthane (7 :3).<br />
57
Chapitre II<br />
Le mécanisme de séparation des fractions complexes est la chromatographie sur colonne<br />
ouverte. Le choix de taille de colonne selon la masse de la fraction est : la longueur de la<br />
colonne est 47 cm le diamètre est 1.75 cm, la granulométrie de la phase stationnaire est du gel<br />
silice 40-63 µm, l’<strong>en</strong>tassem<strong>en</strong>t de la colonne a comm<strong>en</strong>ce par le dépôt de la verre de laine dans<br />
l’embouchure d’écoulem<strong>en</strong>t. Le gel de silice est moulé dans solvant de départ puis versé dans la<br />
colonne <strong>en</strong> plusieurs fois jusqu’à stabilisation au niveau désiré.<br />
L’introduction de l’échantillon est adsorbé dans une quantité de gel de silice puis déposé<br />
dans la colonne, l’éluant est préparé selon un gradi<strong>en</strong>t de polarité Hexane / Dichlorométhane<br />
(100:0 à 0 :100) Le fractionnem<strong>en</strong>t de cette colonne est rassemblée dans le tableau (II.1).<br />
58
Chapitre II<br />
Tableau [II.1] : Résultats de la séparation par chromatographie sur colonne de la fraction SU14b de<br />
Scorzonera Undulata.<br />
Systèmes de<br />
solvant<br />
Volume utilisé<br />
<strong>en</strong> ml<br />
fractions<br />
Fraction<br />
regroupée<br />
Poids<br />
gr<br />
100% Hexane 900 f 1 -f 15 F 34 -f 41 0.001<br />
95% Hexane<br />
05% DCM<br />
92% Hexane<br />
08% DCM<br />
90% Hexane<br />
10% DCM<br />
88% Hexane<br />
12% DCM<br />
87% Hexane<br />
13% DCM<br />
85% Hexane<br />
15% DCM<br />
83% Hexane<br />
17% DCM<br />
81% Hexane<br />
19% DCM<br />
79% Hexane<br />
21% DCM<br />
50% Hexane<br />
50% DCM<br />
450 f 16 -f 27 F 42 -f 49 0.0793 SU15a<br />
600 f 28 -f 37 F 50 -f 56 0.6788 SU15b<br />
600 f 38 -f 47 F 57 -f 66 1.847 SU15c<br />
600 f 48-f 55 F 67 -f 69 0.094 SU15d<br />
600 f 56-f 63 F 70 -f 74 0.2766 SU15e<br />
600 f 64-f 71 F 75 -f 82 0.2256 SU15f<br />
600 f 72-f 81 F 83 -f 89 0.1121 SU15g<br />
600 f 82-f 90 F 90 -f 98 0.1143 SU15k<br />
600 f 91-f 98 f 106 -f 107 0.013 SU15l<br />
600 f 99-f 107 f 109 -f 112 0.005 SU15i<br />
100% DCM 600 f 108-f 112 - - -<br />
100% MeOH 600 f 113-f 102 - - -<br />
59
Chapitre II<br />
II.2.5<br />
Etude de la fraction SU15e<br />
La fraction SU15e de masse 276.6 mg est fractionnée par chromatographie sur une<br />
colonne ouverte de gel de silice de diamètre 17.5 mm et de hauteur 470 mm la quantité de la<br />
phase mobile est de 80 gr. L’élution est effectuée avec un gradi<strong>en</strong>t de polarité croissante<br />
cyclohexane / toluène (90/ 10 à 0/ 100) puis suivi d’un lavage de la colonne avec le MeOH. Le<br />
résultat de fractionnem<strong>en</strong>t de la colonne est comme suit:<br />
SU15e<br />
Colonne ouverte<br />
9 cyclohexane 7 cyclohexane 5 cyclohexane 100 toluène 100 MeOH<br />
1toluène 3 toluène 5 toluène<br />
F 1 à F 24 F25 à F 50 F 51 à F 68<br />
F 69 à F 81<br />
F 82 à F 91<br />
F 37 à F 39<br />
F 40 à F 48<br />
F 49 à F 56<br />
F 56 à F 62<br />
F 69 à F 81<br />
F 82 à F 91<br />
Colonne de sephadex<br />
SU 23a<br />
9.8 mg<br />
SU 23b<br />
10.8 mg<br />
Deux produits purs<br />
Figure [II.5] : Fraction SU15e de l’extrait DCM.<br />
60
Chapitre II<br />
II.2.6<br />
Etude de la fraction SU14d<br />
La fraction SU14d de masse 5.2 g est soumise à un fractionnem<strong>en</strong>t par une<br />
chromatographie liquide sous vide (VLC) sur silice normale <strong>en</strong> utilisant un gradi<strong>en</strong>t d’élution<br />
hexane : Dichorométhane allant de (90:10 à 0:100) puis MeOH. Cette étape s’est soldée par<br />
l’obt<strong>en</strong>tion de 8 fractions (tableau II. 2).<br />
Tableau [II.2] : Résultats de la colonne de la fraction SU14d.<br />
Systèmes de solvant<br />
Volume<br />
utilisé <strong>en</strong> ml<br />
fractions<br />
Fraction<br />
regroupée<br />
Poids<br />
mg<br />
90% cyclohexane 10% DCM 500 1- 24 1 - 12 393<br />
80% cyclohexane 20% DCM 500 25 – 40 13 - 15 194<br />
70% cyclohexane 30% DCM 300 41 - 50 16 - 17 52.3 SU33c<br />
50% cyclohexane 50% DCM 300 51 - 60 18 - 25 120 SU33d<br />
100% DCM 300 61 - 77 40- 55 396<br />
100% MeOH 200 78 - 87 56-64 344<br />
65-70 207<br />
71-87<br />
485<br />
Parmi les sous-fractions recueillies, seul, la sous-fraction SU 33c et SU 33d ont été étudiées<br />
jusqu’à la détermination structurale de ces principaux composés.<br />
Les fractions SU33c et SU33d soumiss<strong>en</strong>t à une purification sur plaques préparatives de silice<br />
normale dans le système d’élution Hexane / Dichlorométhane: 70/30 aboutit un mélange de<br />
composés SU37a (12 mg)<br />
II.2.6<br />
Etude de la fraction SU15g<br />
La fraction SU15g de masse 112.1 mg est fractionnée par chromatographie sur une<br />
colonne ouverte de gel de silice de diamètre 17.5 mm et de hauteur 470mm la quantité de la<br />
61
Chapitre II<br />
phase mobile est de 80gr. L’élution est effectuée avec un gradi<strong>en</strong>t de polarité croissante<br />
cyclohexane / toluène (90 :10 à 0 : 100). Le résultat de la colonne est comme suit ;<br />
Tableau [II.3] : Résultats de la colonne de la fraction SU15g.<br />
Systèmes de solvant<br />
Volume<br />
utilisé <strong>en</strong> ml<br />
fractions<br />
Fraction<br />
regroupée<br />
Poids<br />
90% cyclohexane 10% toluène 300 2- 12 7 - 17<br />
80% cyclohexane 20% toluène 300 13 – 25 18 - 23<br />
70% cyclohexane 30% toluène 300 26 - 38 24 - 28 13 mg SU28 c<br />
50% cyclohexane 50% toluène 200 39 - 48 29 - 39<br />
100% toluène 100 49 - 55 40- 55<br />
II.2.7 Etude de l'extrait méthanolique (MeOH)<br />
Les résidus de l’extrait dichlorométhane subi une extraction solide-liquide par le<br />
MeOH (3x3l) p<strong>en</strong>dant 24 h. Après macération, filtration et évaporation du solvant sous pression<br />
réduite et une température modérée, on a obt<strong>en</strong>u 54 g (rdt. 5,57 %) d’extrait méthanolique<br />
.<br />
L’extrait méthanoïque est testé par chromatographie sur couche mince bidim<strong>en</strong>sionnelle<br />
de polyamide DC 6 (Figure II.6) dans les systèmes S.I et S.II.<br />
- La 1 ère dim<strong>en</strong>sion S.I : Toluène-Méthanol-Méthyle éthyle cétone (4 : 3 : 3)<br />
- La 2 ème dim<strong>en</strong>sion S.II : Eau-Méthanol-Méthyle éthyle cétone-Acétyle acétone (13 :3 :3 :1).<br />
Le chromatogramme après la migration bidim<strong>en</strong>sionnelle est examinée sous UV à 365nm puis<br />
la plaque est pulvérisée par le DBA est examinée <strong>en</strong>core une fois par UV à 365nm.<br />
Le DBA est égalem<strong>en</strong>t utilisé dans la révélation des flavonoides. Ce réactif est composé<br />
d’un mélange de (2-aminoethoxy) diphénylborane à 98% dans l’éthanol et de polyethylène<br />
glycol. Après pulvérisation la plaque est examinée par UV à 365nm.<br />
62
Chapitre II<br />
b v<br />
Vn<br />
V<br />
Vn<br />
V<br />
Vn<br />
Vn<br />
V<br />
B<br />
B<br />
rose<br />
J<br />
D 1<br />
N<br />
V<br />
Vn<br />
B<br />
Vn<br />
D 2<br />
Figure [II.6] : CCM bidim<strong>en</strong>sionnelle de polyamide DC 6 de l’extrait méthanoïque de S .Undulata.<br />
X visualisée sous lampe UV à 365 nm. X pulvérisée par le DBA<br />
N noir ; Vn vert noir ; b bleue ; j jaune.<br />
II.2.7.1 Chromatographie liquide à haute performance (HPLC)<br />
L’analyse HPLC a été m<strong>en</strong>ée sur un système « Thermo Separation Products » équipé d’une<br />
pompe P-4000, d’un détecteur photodiode UV-6000LP. La colonne utilisée est :<br />
• C-18 Merck Lichrospher 100 RP-18, 5 µm (125, 4 mm)<br />
L’élution est réalisé sur la colonne C-18 avec un gradi<strong>en</strong>t du système (A) TFA 0.01% dans l’eau<br />
et (B) TFA 0.01% dans l’acétonitrile, <strong>en</strong> comm<strong>en</strong>çant par un palier à 30 % p<strong>en</strong>dant 5 min, puis<br />
63
Chapitre II<br />
par un gradi<strong>en</strong>t linéaire de 30 % à 90% <strong>en</strong> 40 min. le débit est de 1 ml/min ; le détecteur PDA<br />
balaye le domaine 200-400 nm.<br />
L’extrait méthanoïque est analysé par HPLC qui donne le profil suivant :<br />
Figures [II.7] : Profil de l’extrait MeOH.<br />
Les Figures (II.6 et II.7) montr<strong>en</strong>t que les composés prés<strong>en</strong>ts dans le chromatogramme<br />
bidim<strong>en</strong>sionnelle et sur le profil d’HPLC sont <strong>en</strong> faibles quantités.<br />
II.2.7.1. Purification de l’extrait MeOH<br />
II.2.7.1. a. Purification par colonne<br />
Cet extrait est soumis à un fractionnem<strong>en</strong>t par une chromatographie sur colonne<br />
ouverte sur sephadex LH- 20 <strong>en</strong> utilisant un gradi<strong>en</strong>t d’élution isocratique. Le suivi des fractions<br />
obt<strong>en</strong>ues, est effectué par chromatographie sur couche mince de Gel de silice 60 F 254 Merck,<br />
0,2 mm, Polyamide F 254 Merck, 0,15 mm et Gel de silice greffée RP-18 F 254 Merck, 0,2 mm<br />
sur support d’aluminium visualisé sous lumière UV (254 et 365 nm). Cette étape s’est soldée<br />
par l’obt<strong>en</strong>tion de 7 fractions. Les fractions obt<strong>en</strong>ues sont étudiées par Chromatographie liquide<br />
haute performance HPLC.<br />
64
Chapitre II<br />
L’extrait MeOH<br />
C C sephadex<br />
SU 49a SU49b SU49c SU49d SU49e SU49f SU49g<br />
Fraction étudiée<br />
Fraction étudiée<br />
Figure [II.8] : L’extrait méthanolique sur colonne sephadex.<br />
II.2.7.2<br />
Etude de la fraction SU49b<br />
La fraction SU49b (3.5 g) soumise à une chromatographie sur colonne de gel de silice <strong>en</strong><br />
phase normale et éluée avec un mélange de solvant Hexane-acétate d’éthyle : (100-0 :0-100).<br />
Des fractions de 25 ml sont recueillies et regroupées selon leur profil <strong>en</strong> CCM <strong>en</strong> phase normale<br />
effectuées dans le système d’élution Hexane-acétate d’éthyle, pour donner 15 fractions. La<br />
fraction 11 (54-62) est purifiée sur une colonne sephadex LH- 20, pour conduire au composé<br />
SU 50i (15 mg).<br />
65
Chapitre II<br />
Tableau [II.4] : Résultats de la colonne de fraction SU49b.<br />
Système de solvants<br />
Volume<br />
ml<br />
Fraction<br />
Remarque fractions<br />
régroupé<br />
Poids mg<br />
80 hexane<br />
20 acétate d’éthyle<br />
70 hexane<br />
30 acétate d’éthyle<br />
50 hexane<br />
50 acétate d’éthyle<br />
25 hexane<br />
75 acétate d’éthyle<br />
450 1-13 1-5 26<br />
450 14-26 6-7 41<br />
450 27-40 8-12 6.4<br />
450 41-50 17-21 6<br />
100 acétate d’éthyle 450 51-61 22-27 110<br />
50 acétate d’éthyle<br />
50 MeOH<br />
450 62-71 29-32 20<br />
100 MeOH 500 71-79 33-40 42.5<br />
100 isopropanol 200 80-89 41-45 43<br />
46-48 71<br />
50-52 21<br />
54-62 15<br />
63-74 183 SU50n<br />
76-79 258<br />
II.2.7.3<br />
Etude de la fraction SU50n<br />
La fraction SU50 n (183 mg) a été purifiée par MPLC, utilisant comme phase mobile un<br />
mélange toluène:MeOH (20:80 – 0 :100), aboutissant à 5 fractions de 70 ml chacune. La<br />
fraction SU56c est purifiée sur une colonne sephadex LH- 20, pour conduire au composé SU56c<br />
(12.6 mg).<br />
66
Chapitre II<br />
Tableau [II.5] : Résultats de la colonne de fraction SU49n.<br />
Système de<br />
solvants<br />
Volume<br />
ml<br />
Fraction<br />
Remarque fractions<br />
régroupé<br />
Poids<br />
mg<br />
80 toluène<br />
20 MeOH<br />
70 toluène<br />
30 MeOH<br />
60 toluène<br />
40 MeOH<br />
50 toluène<br />
50 MeOH<br />
600 1-9 1-10 15.3<br />
360 10-15 11-13 5.8<br />
360 16-21 15-19 12.7 SU56c<br />
360 22-27 21-27 35.9<br />
100 MeOH 360 28-39 28-39 74.5<br />
I.2.7.4<br />
Etude de la fraction SU49e<br />
La MPLC a été la méthode de séparation préparative la plus utilisée dans ce travail. La<br />
fraction a été réalisée sur une colonne Büchi de dim<strong>en</strong>sion : (46 x36 mm). Après son adsorption<br />
sur la phase stationnaire le soluté est déposé dans une colonne d’introduction, laquelle est soit<br />
montée directem<strong>en</strong>t sur la colonne principale (pré-colonne) ou liée à celle-ci par une tubulure.<br />
Ces colonnes sont conçues pour supporter des pressions allant jusqu’à 40 bars.L’élution a<br />
nécessité l’utilisation de deux pompes à moy<strong>en</strong>ne pression Gilson 305 et 306, alors que la<br />
détection est réalisée grâce à un détecteur UV (Spectra System 2000, Thermo Separation<br />
Products) fonctionnant à deux longueurs d’ondes 254 et 365nm. La phase utilisée pour les<br />
étapes de purification <strong>en</strong> MPLC est la suivante : Gel de silice greffée. L’élution est faite avec un<br />
gradi<strong>en</strong>t du système eau-méthanol <strong>en</strong> phase de polarité inverse. Un mélangeur Gilson 811B<br />
permet de réaliser ce gradi<strong>en</strong>t. Les fractions sont collectées grâce à un collecteur automatique<br />
Büchi C-660 et rassemblées sur la base des CCM. On obti<strong>en</strong>t un composé pur après<br />
purification sur une de séphadex (SU70a).<br />
67
Chapitre II<br />
Figure [II.9] : Profil de HPLC de la fraction SU49e.<br />
II.2.8 Détermination des huiles ess<strong>en</strong>tielles dans Scorsonera Undulata<br />
La détermination des huiles ess<strong>en</strong>tielles dans les racines de Scorzonera Undulata est<br />
effectuée par <strong>en</strong>trainem<strong>en</strong>t à la vapeur d’eau, dans un appareil spécial hydro distillateur, dans<br />
des conditions bi<strong>en</strong> précises. Le distillat est recueilli dans un tube gradué, tandis que la fraction<br />
aqueuse retourne automatiquem<strong>en</strong>t dans le ballon générateur de vapeur.<br />
II.2.8.1 Mode opératoire<br />
On pesé 80 gr de matière végétale Scorzonera Undulata que l’on introduit dans un<br />
dans le ballon, on ajoute 800 ml d’eau c.a.d chaque 1gr de matière végétale 10 ml d’eau et<br />
quelques fragm<strong>en</strong>ts de pierre poreuse pour assurer la distribution homogène de l’énergie.<br />
. Pour récupéré l’huile (sous forme de gel) <strong>en</strong> rince le tube avec de DCM et hexane.<br />
Tableau [II.6] : Conditions opératoires d’hydrodistillation des racines de Scorzonera Undulata.<br />
Quantité de matière végétale<br />
Volume d’eau<br />
80 gr<br />
800 ml<br />
Température 100°C<br />
Temps d’hydrodistillation<br />
1 h<br />
68
Chapitre II<br />
II.2.8.2 Analyse par spectrométrie de masse<br />
La chromatographie <strong>en</strong> phase gazeuse autorise le couplage de toute une série de détecteurs<br />
différ<strong>en</strong>ts qui permett<strong>en</strong>t d'avoir une vision multiple d'un seul produit (Lucaccionni et al. 1993)<br />
[6]. Le développem<strong>en</strong>t important de la spectrométrie de masse (SM) dans l'id<strong>en</strong>tification des<br />
constituants des huiles ess<strong>en</strong>tielles est r<strong>en</strong>du possible grâce au couplage du CPG directem<strong>en</strong>t à<br />
la spectrométrie de masse (Garnero, 1978) [7]. Lors du couplage, la chromatographie (CPG)<br />
permet dans un premier niveau de séparer et d'isoler chacun des constituants du mélange qui est<br />
injecté séparém<strong>en</strong>t dans la chambre d'ionisation de la spectrométrie de masse (deuxième<br />
niveau). Grâce à cette innovation importante, la spectroscopie de masse est dev<strong>en</strong>ue la<br />
technique la plus s<strong>en</strong>sible pour obt<strong>en</strong>ir des données importantes sur la structure de composés<br />
organiques inconnus (Richard et al, 1992) [8].<br />
69
Tableau [II.7] : Composition d’huile ess<strong>en</strong>tielle de Scorzonera Undulata [9-18].<br />
Chapitre II<br />
Tr fid Indice fid Ref % fid<br />
Non de composé ou principaux<br />
fragm<strong>en</strong>tations<br />
1 15,36 1295,37 1295 0,04 (E,E)2,4-decadi<strong>en</strong>al<br />
2 16,10 1318,54 1317 0,08 Trans, trans-2,4-decadi<strong>en</strong>al<br />
3 17,53 1363,54 1367 0,04 Docanoic acid<br />
4 20,31 1454,15 - 0,3 207,175, 150, 125, 83,55<br />
5 20,53 1461,46 1455 0.11 Alpha –humul<strong>en</strong>e<br />
6 21,02 1478 1471 0.22 Dodecanol<br />
7 21,29 1487 1481 0.53 Ar-curum<strong>en</strong>e<br />
8 21,67 1499,43 1500 0.06 P<strong>en</strong>tadecane<br />
9 21,86 1505,83 1500 0.06 Alpha-muurol<strong>en</strong>e<br />
10 22,53 1528 1526 0.16 Delta-cadin<strong>en</strong>e<br />
11 22,91 1540,43 1542 0.03 Alpha-calacor<strong>en</strong>e<br />
12 23,51 1560,23 1567 2.71 Dodecanoic Acid<br />
13 24,03 1577,38 - 0.04 178, 161, 148, 129, 81, 55<br />
14 24,47 1592,05 1593.2 0.37 1-hexadec<strong>en</strong>e<br />
15 24,711 1600 1600 0.53 Hexadecane<br />
16 24,98 1607,73 1608 0.64 Humul<strong>en</strong>e epoxyde<br />
17 25,9 1634,12 - 0.04 204,161,119,93,83,69,55<br />
18 26,25 1644,24 - 0.12 113, 98, 85, 69,57<br />
19 26,3 1646,59 1649 0.12 alpha-muurolol<br />
20 26,4 1646,62 - 0.04 207, 169, 141, 113, 85,57<br />
21 26,77 1658,97 - 0.1 171,152,137,129,110,82,68,55<br />
22 26,85 1661,26 - 0.17 110,137,98,57,82,69,191,163<br />
23 27,13 1669,37 1674 0.11 Cadal<strong>en</strong>e<br />
24 27,53 1681 1686 0.12 alpha- Bisabolol<br />
25 28,18 1699,45 1700 0.64 Heptadecane<br />
26 28,40 1705,1 1705 0.22<br />
70<br />
P<strong>en</strong>tadecane, 2, 6, 10,14-<br />
tetramethyl-<br />
27 28,76 1714,19 - 0.27 180, 137, 124, 109, 82, 69, 57<br />
28 29,01 1720,63 - 0.08 206,192,177,91,71,57<br />
29 29,15 1724,24 1727 0.29 Methyl tetradecanoate<br />
30 29,43 1731,12 - 0.17 175, 148, 145, 132, 119, 105, 69, 55<br />
31 29,88 1742,56 - 0.47 216,187,161,137,110,96,86,68,57<br />
32 30,14 1749,36 - 2.35 220, 177,137, 110, 95, 69,55<br />
33 30,69 1763,12 1768 11.16 n-Tetradecanoic acid<br />
34 30,84 1792,51 1795 0.22 1-octadec<strong>en</strong>e<br />
35 31,12 1800 1800 0.58 Octadecane<br />
36 32,52 1809 1810 0.17 2, 6, 10, 14 tetramethyl Hexadecane<br />
37 33,08 1821,82 - 0.4 213,185,141,115,97,82,67,57
38 34,06 1844,36 1845 1.07 6, 10,14-Trimethyl-2-p<strong>en</strong>tadecanone<br />
39 34,67 1858,52 1856 1.46 P<strong>en</strong>tadecanoic acid<br />
40 35,12 1868,77 1863.8 1.38<br />
1,2 b<strong>en</strong>z<strong>en</strong>edicarboxylic acid, bis(2-<br />
methylpropyl) ester<br />
41 36,45 1899,56 1900 0.46 Nonadecane<br />
42 36,69 1904,69 1895 0.28 11-hexadec<strong>en</strong>oic acid, methyl ester<br />
43 36,99 1911,21 - 0.07 257, 216, 187, 161, 131, 105, 81, 55<br />
44 37,11 1913,89 - 0.28 236,194,152,125,111,96,83,55<br />
45 37,16 1915,04 - 0.15 249, 223, 192, 149,104, 57<br />
46 37,66 1925,89 1929 2.32 Hexadecanoic acide methyl ester<br />
47 38,34 1940,5 1945 4.38 9-hexadec<strong>en</strong>oic acide<br />
48 38,72 1948,70 1953 0.11 11-hexadec<strong>en</strong>oic acide<br />
49 39,68 1969,50 1975 42.19 Hexadecanoic acid<br />
50 40,76 1992,96 - 0.13 256, 213, 185, 157, 129, 111, 83, 55<br />
51 41,05 1999,24 2000 0.22 Eicosane<br />
52 43,92 2060,042 2065 0.11 Heptadecanoic acid<br />
53 45,52 2093,96 2095,2 0.66<br />
9,12- octadecdi<strong>en</strong>oic acid, methyl<br />
ester<br />
54 45,83 2100,63 2092 1.31 9-octadec<strong>en</strong>oic acid, methyl ester<br />
55 47,28 2137,14 2135 1.7<br />
9.12-octadecdi<strong>en</strong>oic acid,(Z,Z),<br />
methyl ester<br />
56 47,59 2144,87 2143.9 7.72 9-octadec<strong>en</strong>oic acid<br />
57 48,48 2167,35 - 0.31<br />
284, 241, 213, 185, 157, 129,106, 83,<br />
58 50,46 2226,83 - 0.04<br />
55<br />
281, 256, 233, 207,165, 137, 109, 82,<br />
55<br />
59 52,35 2299,65 2300 0.13 Tricosane<br />
60 56,03 2499,11 2500 0.16 P<strong>en</strong>tadecane<br />
Chapitre II<br />
II.2.9<br />
Activité antioxydante<br />
But : Détermination in vitro du pouvoir antioxydant d’extraits DCM et méthanolique de la<br />
plante Scorzonera Undulata par la réduction du radical organique DPPH.<br />
Principe :<br />
La méthode de mesure du pouvoir antioxydant par le DPPH repose sur la capacité d’un<br />
composé à réduire le DPPH° [19]:<br />
71
Chapitre II<br />
DPPH° + AH DPPH – H + A°<br />
La réduction se traduit par un changem<strong>en</strong>t de couleur de la solution qui vire du violet au<br />
jaune. La réaction est alors quantifiée <strong>en</strong> mesurant l’absorbance de la solution par<br />
spectrophotométrie à 515 nm. Chaque composé antioxydant réagit avec le DPPH (1,1-diph<strong>en</strong>yl-<br />
2-picryl-hydrayl) selon une cinétique qui lui est propre.<br />
Un test est réalisé avec un échantillon de la solution antioxydante à des dilutions<br />
différ<strong>en</strong>tes. A l’aide de l’appareil : thermo electron multiskan et le logiciel Asc<strong>en</strong>t Software,<br />
l’absorbance est mesurée à λ 515 nm toutes les minutes jusqu’à atteindre un plateau.<br />
On détermine alors par lecture graphique la quantité d’oxydant /mg DPPH nécessaire pour<br />
dégrader 50% du DPPH soit IC 50 ainsi que le pouvoir anti radicalaire (Anti Radical Power :<br />
ARP).<br />
II.2.9.1<br />
Technique<br />
Matériel :<br />
Microplaque avec 96 puits<br />
Appareil Multiskan Ex (Thermo electron corporation)<br />
Logiciel : Asc<strong>en</strong>t Software 2.6<br />
Essai effectué 1 fois d’abord pour savoir si l’échantillon répond au test ; puis si réponse<br />
positive, effectuer le test 2 ou 3 fois sur le même échantillon.<br />
Echantillons à tester : peser <strong>en</strong>viron exactem<strong>en</strong>t 10 mg de l’échantillon à tester dans 1 mL de<br />
méthanol (solution mère E1) ; vérifier la dissolution.<br />
Expéri<strong>en</strong>ce effectuée sur 6 conc<strong>en</strong>trations différ<strong>en</strong>tes de l’échantillon <strong>en</strong> ordre décroissant,<br />
dilués dans le méthanol :<br />
c'est-à-dire à partir de la solution mère (E 1 ) effectuer une dilution au ½ (soit E 2 au 1/2), puis<br />
de E 2 effectuer une dilution au ½ (soit E 3 au 1/4),<br />
puis de E 3 effectuer une solution au 1/2 (soit E 4 au 1/8),<br />
puis de E 4 une dilution au 1/2 (soit E 5 au 1/16),<br />
puis de E 5 une dilution au 1/2 (soit E 6 au 1/32).<br />
72
Chapitre II<br />
• Témoin 100% DPPH dans le méthanol (<strong>en</strong>viron exactem<strong>en</strong>t 4 mg de DPPH dans 50 mL de<br />
méthanol) ; à préparer extemporaném<strong>en</strong>t.<br />
• Blanc réactif : 100% de méthanol<br />
• Témoin Trolox : peser <strong>en</strong>viron exactem<strong>en</strong>t 50 mg dans 10 mL de méthanol.<br />
Effectuer les dilutions au ½, ¼, 1/8, 1/16, 1/32 comme pour les essais.<br />
• Témoin Acide chlorogénique : peser <strong>en</strong>viron exactem<strong>en</strong>t 10 mg dans 10 mL de méthanol<br />
Effectuer les dilutions au ½, ¼, 1/8, 1/16, 1/32 comme pour les essais.<br />
• Préparer la feuille de route ci-jointe.<br />
• Remplir la microplaque à 96 puits selon le tableau<br />
• Lecture à 515 nm <strong>en</strong> effectuant une cinétique durant 45 minutes <strong>en</strong>viron jusqu’à stabilisation<br />
de la réaction, lecture toutes les 10 secondes.<br />
II.2.9.2<br />
Résultats<br />
• Tracer la courbe de la cinétique de la disparition du DPPH <strong>en</strong> prés<strong>en</strong>ce de l’échantillon à<br />
tester <strong>en</strong> fonction du temps pour déterminer le temps de stabilisation de la réaction et pouvoir<br />
effectuer la lecture de l’absorbance du produit.<br />
Convertir les mesures d’absorbance <strong>en</strong> % DPPH restant<br />
• Tracer la courbe % DPPH restant <strong>en</strong> fonction da la quantité de l’échantillon antioxydant/mole<br />
DPPH ou mg DPPH<br />
a. Déterminer par lecture graphique la quantité d’antioxydant/mole DPPH nécessaire pour<br />
dégrader 50% de DPPH soit IC 50 exprimée <strong>en</strong> mg/mg de DPPH<br />
A. Calcul du pouvoir antiradicalaire (AntiRadical Power = ARP)<br />
ARP=1/IC 50<br />
Remarque : on peut calculer IC 50 <strong>en</strong> mg/ml d’antioxydant <strong>en</strong> faisant alors le calcul inverse.<br />
B. [DPPH dans l’essai]<br />
[DPPH] <strong>en</strong> mg/mL (peser <strong>en</strong>viron 4 mg dans 50 mL de méthanol)<br />
Soit PE : 200µL et volume final 220µL<br />
73
Chapitre II<br />
[DPPH dans l’essai] =<br />
[DPPH] <strong>en</strong> mg/mg * 200<br />
220<br />
=<br />
[DPPH] <strong>en</strong> mg/mg<br />
1,1<br />
C. [essai à tester]<br />
Soit x mg d’antioxydant à tester dilué dans y mL de méthanol et on effectue 5 dilutions<br />
décroissantes de cette solution<br />
PE 20µL et volume final 220µL<br />
[Solution à tester] =<br />
[solution dans la fiole] <strong>en</strong> mg/mL<br />
11<br />
[solution dans la fiole] <strong>en</strong> mg/mL * 20<br />
220<br />
=<br />
[essai 1] [solution dans la fiole] <strong>en</strong> mg/mL * 0,1<br />
[DPPH]<br />
=<br />
[DPPH]<br />
Absorbance DPPH restant <strong>en</strong> =<br />
moy<strong>en</strong>ne des absorbances de l’essai à [1] – blanc réactif * 100<br />
moy<strong>en</strong>ne des absorbances du 100% DPPH – blanc réactif dans le milieu réactionnel %<br />
Tableau [II. 8] : Résultats activité antioxydante d’extrait DCM<br />
Pesée <strong>en</strong> mg Dissous dans x ml Mg /ml, ou µg/ l<br />
10.16 1 10.16<br />
1 2 3 4 5 6<br />
Quantité d’oxydant testée / fiole 10.16 5.08 2.54 1.27 1 0<br />
[essai 1] / [DPPH] 9.86 4.93 2.47 1.23 0.62 0.31 0<br />
0.514 0.725 0.893 1.015 1.117 1.164<br />
Moy<strong>en</strong>ne des absorbances Iues 0.514 0.725 0.893 1.015 1.117 1.164<br />
Moy<strong>en</strong>ne – Blanc Réactif 0.480 0.691 0.859 0.981 1.083 1.130<br />
Absorbance DPPH restant <strong>en</strong> % 48.37 69.63 86.56 98.86 109.14 113.87 100<br />
74
Chapitre II<br />
.<br />
Figure [II.10] : Evaluation de l’activité antioxydante des d’extrait DCM.<br />
Tableau [II.9] : Résultats activité antioxydante d’extrait méthanolique.<br />
Pesée <strong>en</strong> mg Dissous dans x ml Mg /ml, ou µg/ l<br />
13 1 13<br />
1 2 3 4 5 6<br />
Quantité d’oxydant testée fiole 13 6.5 3.25 1.625 1 0<br />
[essai 1] / [DPPH] 12 ,62 6.31 3.16 1.58 0.79 0.39 0<br />
0.131 0.123 0.109 0.109 0.334 0.659<br />
0.143 0.119 0.108 0.103 0.465 0.67<br />
Moy<strong>en</strong>ne des absorbances Iues 0.137 0.121 0.109 0.106 0.400 0.665<br />
Moy<strong>en</strong>ne – Blanc Réactif 0.103 0.087 0.075 0.072 0.366 0.631<br />
Absorbance DPPH restant <strong>en</strong> % 10.38 8.77 7.51 7.26 36.83 63.54 100<br />
Figure [II.11] : Evaluation de l’activité antioxydante des d’extrait méthanolique.<br />
75
Chapitre II<br />
II.2.10 Activité antimicrobi<strong>en</strong>ne<br />
II.2.10.1 préparation des dilutions des huiles ess<strong>en</strong>tielles<br />
Après extraction de l’HE par hydrodistillation, on prépare plusieurs dilution à 1/2 , 1/4<br />
, 1/8, 1/16, pour avoir 4 conc<strong>en</strong>trations.<br />
II.2.10.2 Ensem<strong>en</strong>cem<strong>en</strong>t de la souche bactéri<strong>en</strong>ne<br />
La souche Escherichia coli fournie par le laboratoire de bactériologie de l’hôpital Ain<br />
Beida a été <strong>en</strong>sem<strong>en</strong>cée dans un bouillon nutritif dans l’étuve à 37 0 C p<strong>en</strong>dant 18 h, avant de<br />
l’utiliser pour l’activité antibactéri<strong>en</strong>ne.<br />
II.2.10.3 Teste de l’activité inhibitrice<br />
a. Culture de la bactérie<br />
On pr<strong>en</strong>d quelques gouttes du bouillon nutritif cont<strong>en</strong>ant la souche bactéri<strong>en</strong>ne à l’aide<br />
d’une pipette pasteur, puis on les met sur gélose nutritive dans une boite de pétri, on agite<br />
légèrem<strong>en</strong>t pour favoriser une bonne répartition du bouillon nutritif.<br />
b. Application des disques<br />
Dans chaque conc<strong>en</strong>tration des huiles, un disque stérilisé a été trompé jusqu'à saturation.<br />
Puis les quatre disques à différ<strong>en</strong>tes conc<strong>en</strong>trations ont été placés sur la boite de pétri ce dernier<br />
est mise à 37 o C p<strong>en</strong>dant 18 h.<br />
c. La lecture<br />
La lecture se fait <strong>en</strong> mesurant le diamètre d’inhibition <strong>en</strong> millimètre, ce diamètre<br />
détermine l’efficacité de la matière active.<br />
76
Chapitre II<br />
1/4<br />
1/2<br />
1/8 1/16<br />
Escherichia coli<br />
Figure [II.12] : La zone d’inhibition est très claire dans les conc<strong>en</strong>trations.<br />
d. Résultats<br />
1/2 : diamètre d’inhibition est de 1,6 cm<br />
1/4 : diamètre est de 1,3 cm<br />
1/8: diamètre est de 1,1 cm<br />
1/16: pas d’inhibition<br />
77
Chapitre II<br />
Référ<strong>en</strong>ce<br />
1. Quezel P., Santa S. (1963): Nouvelle flore de l’Algérie et des régions désertiques<br />
méridionales, Tome II. Edition CNRS, Paris.<br />
2. Zidorn C., Ellmerer-Müller E. P., Sturm M. and Stuppner H. (2003): Tyrolobib<strong>en</strong>zyls E and F<br />
from Scorzonera humilis and distribution of caffeic acid derivatives, lignans and<br />
tyrolobib<strong>en</strong>zyls in European taxa of the subtribe Scorzonerinae (Lactuceae, Asteraceae).<br />
Phytochemistry 63, 61–67.<br />
3. B<strong>en</strong>iston W. S. (1984): Fleurs d’Algérie. Edition 1822 / 84.<br />
4. Coll J.C,. & Bowd<strong>en</strong> B.F. (1986): The application of vacuum liquid chromatography to the<br />
separation of terp<strong>en</strong>e mixtures. J. Nat. Prod 49 (5), 934-936.<br />
5. Lucaccioni F., D<strong>en</strong>eyer R., et Tilquin B. (1993): Pour une analyse des huiles ess<strong>en</strong>tielles.<br />
Chimie nouvelle 11(43), 1253-1257.<br />
6. Garnero J. (1978): L'évolution des méthodes et techniques d'analyse dans l'étude de la<br />
composition chimique des huiles ess<strong>en</strong>tielles. Labo-pharma Problèmes et Techniques n°277.<br />
7. Richard H., et Multon J. L. (1992): Les arômes alim<strong>en</strong>taires. Tec & Doc. Lavoisier<br />
Paris. 439 p.<br />
8. Ying-Xu Z., Ch<strong>en</strong>-Xi Z., Yi-Z<strong>en</strong>g L., Hong Y., Hong-Zhuang F., Lun-Zhao Y., Zhong-Da Z.<br />
(2007): Comparative analysis of volatile compon<strong>en</strong>ts from Clem. Analytica Chimica Acta 595,<br />
328–339.<br />
9. Vasiliki S., Nikos D., Zacharias K., Hel<strong>en</strong> D. S. (2006): Analysis of the ess<strong>en</strong>tial oil<br />
composition of eight Anthemis species from Greece. Journal of Chromatography A 1104,<br />
313–322.<br />
10. Andrija S., Michael S., Axel P. L., Zaklina S., Nils R. (2007): Ess<strong>en</strong>tial oil composition of<br />
Hypericum L. species from Southeastern Serbia and their chemotaxonomy. Biochemical<br />
Systematics and Ecology 35, 99-113.<br />
11. Sanja C., Milka M., Marija Edita Š., Anesa Jerkovic-M., R<strong>en</strong>ata B. (2008): Chemical<br />
composition and antioxidant and antimicrobial activity of two Satureja ess<strong>en</strong>tial oils. Food<br />
Chemistry 111, 648–653.<br />
12. Costas D., Dimitra A., Dimitrios P. (2002): A comparative study of the ess<strong>en</strong>tial oils of Cistus<br />
salviifolius in several populations of Crete (Greece). Biochemical Systematics and Ecology<br />
30, 651–665.<br />
13. Tognolini M., Barocelli E., Ballab<strong>en</strong>i V., Bruni R., Bianchi A., Chiavarini M., Impicciatore M.<br />
(2006) : Comparative scre<strong>en</strong>ing of plant ess<strong>en</strong>tial oils: Ph<strong>en</strong>ylpropanoid moiety as basic core<br />
for antiplatelet activity. Life Sci<strong>en</strong>ces 78, 1419 – 1432.<br />
78
Chapitre II<br />
14. tMark T. R., Jean-Pierre D., Alastair C. L. (2004): Application of compreh<strong>en</strong>sive<br />
multidim<strong>en</strong>sional gas chromatography combined with time-of-flight mass spectrometry<br />
(GC6GC-TOFMS) for high resolution analysis of hop ess<strong>en</strong>tial oil. J. Sep. Sci. 27, 473–478.<br />
15. Christos L., Hocine L, Nacira B., Olga G., and Ioanna C. (2007): Chemical Composition and<br />
Antimicrobial Activity of the Ess<strong>en</strong>tial Oil of Algerian Phlomis bovei De Noé subsp. Bovei.<br />
Molecules 12, 772-781.<br />
16. Diana A., Olga G., Iciar A., Joseé B. (2001): Analysis of volatile compounds by GC-MS of a<br />
dry ferm<strong>en</strong>ted sausage: chorizo de Pamplona. Food Research International 34, 67-75.<br />
17. Federica M., Filom<strong>en</strong>a C., Daniela R., Carm<strong>en</strong> F., Franco P., Felice S. (2008): Phytochemical<br />
composition, anti-inflammatory and antitumor activities of four Teucrium ess<strong>en</strong>tial oils from<br />
Greece. j.foodchem. 12.067.<br />
18. Javidnia K., Miri R., Mehregan I., and Sadeghpour H. ( 2005): Volatile constitu<strong>en</strong>ts of the<br />
ess<strong>en</strong>tial oil of Nepeta ucrainica L. ssp. kopetdagh<strong>en</strong>sis from Iran. Flavour Fragr. J 20,<br />
219–221.<br />
19. Brand-Williams W., Cuvelier M.E., and Berset C. (1995): Use of a free radical. Method to<br />
evaluate antioxidant activity. Leb<strong>en</strong>sm.-Wiss. U. Technol., 28, 25-30.<br />
79
Chapitre III
Chapitre III<br />
III. Détermination structurale des composés isolés<br />
• Appareillages<br />
1. Spectrométrie de masse :<br />
Les spectres de masse à haute résolution <strong>en</strong> ionisation chimique (CI) ont été réalisés<br />
sur un spectromètre Thermo-Finnigan Mat 95XL, alors que les spectres de masse à basse<br />
résolution et <strong>en</strong> mode électrospray (ESI) sont <strong>en</strong>registrés sur un spectromètre à trap d’ion<br />
Thermo LCQ Advantage.<br />
2. Spectroscopie de RMN :<br />
Les spectres RMN ont été <strong>en</strong>registrés sur les spectromètres Bruker soit DRX 500 ou<br />
DRX 300 MHz pour 1 H et 125 ou 75 pour 13 C, respectivem<strong>en</strong>t. Les solvants deutérés<br />
utilisés sont précisés, selon la solubilité des composés. Les données sont traitées à l’aide du<br />
logiciel WIN-NMR.<br />
3. Spectrométrie UV-Visible<br />
Les spectres UV-visible des composés isolés sont <strong>en</strong>registrés dans le MeOH sur un<br />
spectrophotomètre Shimadzu UV-1240.<br />
80
Chapitre III<br />
III.1 Le composé SU23a<br />
29 30<br />
19 21<br />
12<br />
25 26<br />
O<br />
1<br />
8<br />
3 5<br />
2 , 1 , O<br />
27<br />
15<br />
17<br />
28<br />
23<br />
24<br />
Figure [III.1] : Acétate de β-amyrine (Oléan-12-èn-3β-ol, acétate).<br />
Il s’agit d’un triterpène p<strong>en</strong>tacyclique acylé à squelette amyrine appelé égalem<strong>en</strong>t<br />
12-oléanèn-3-yl acétate. Composé répandu dans le règne végétal, il a été isolé notamm<strong>en</strong>t<br />
de Cynanchum thesioides [1].<br />
Sa formule brute C 32 H 52 O 2 a été déduite du spectre de masse <strong>en</strong>registré <strong>en</strong> mode<br />
(EI + ). Il montre un pic à m/z 468, correspondant au poids moléculaire de l’acétate de β-<br />
amyrine (figure III.2).<br />
Figure [III.2] : Spectre de masse du composé SU23a.<br />
81
Chapitre III<br />
Ce spectre est <strong>en</strong> accord avec les données de la banque de données interrogée (figure<br />
III.3). Par ailleurs, on y retrouve les fragm<strong>en</strong>ts caractéristiques et décrits dans la littérature<br />
(figure III.4) [2].<br />
Figure [III.3] : Spectre de masse de l’acétate de β-amyrine (spectre de la banque de données).<br />
82
Chapitre III<br />
[- OOCH 3 ]<br />
H 3 COO<br />
m/z 468 m/z 408<br />
E<br />
E<br />
C<br />
D<br />
C<br />
D<br />
+<br />
-<br />
m/z 218 m/z 203<br />
E<br />
C<br />
+<br />
D<br />
-<br />
m/z 189<br />
Figure [III.4] : Les principales fragm<strong>en</strong>tations d’acétate de β-amyrine [2].<br />
Le spectre RMN 13 C (figure III.5) du produit SU23a montre dans la région<br />
« blindée », 8 signaux <strong>en</strong>tre 15.7 et 28.7 ppm correspondant aux huit méthyles angulaires<br />
d’un squelette triterpénique p<strong>en</strong>tacyclique et dans la région « déblindée », trois signaux<br />
83
Chapitre III<br />
résonnant à 124,3, 139,6 et 171,0 ppm attribuables respectivem<strong>en</strong>t à un carbone éthylénique<br />
(CH) et deux carbones quaternaires.<br />
84
Chapitre III<br />
C-2 ,<br />
8 méthyles<br />
C-12<br />
C-3<br />
10 méthylènes<br />
Figure [III.6] : Spectre de DEPT135 du composé SU23a.<br />
Le spectre RMN 1 H (figure III.7) prés<strong>en</strong>te à champ fort huit signaux singulets<br />
fins attribuables aux groupem<strong>en</strong>ts méthyles résonant à δ 0.87 (3H, s, H-23), 0.88 (3H, s,<br />
H-24), 0.98 (3H, s, H-25), 1.01 (3H, s, H-26), 1.07 (3H, s, H-27), 0.80 (3H, s, H-28), 0.80<br />
(3H, s, H-29), 0.91 (3H, s, H-30) et un massif de protons résonant <strong>en</strong>tre 0.91 à 1.90 ppm<br />
correspondant aux -CH et -CH 2 des cinq cycles. Il montre aussi à champ faible, deux<br />
signaux résonant sous forme de triplet à 5.12 et multiplet à 4.4 ppm, correspondant<br />
respectivem<strong>en</strong>t à un proton de type oxyméthine (H-3) et un proton éthylénique. La valeur<br />
du déplacem<strong>en</strong>t chimique de H-3 suggère une acylation au niveau du carbone C-3, plus<br />
précisém<strong>en</strong>t par un groupem<strong>en</strong>t CH 3 CO au regard d’un signal singulet d’intégration 3H<br />
résonant à 2.05 ppm. L’expéri<strong>en</strong>ce HSQC permet d’id<strong>en</strong>tifier les carbones qui les port<strong>en</strong>t<br />
(figure III.11). Ils résonn<strong>en</strong>t respectivem<strong>en</strong>t à 80.9 (C-3) et 124.3 ppm. La multiplicité de<br />
H-12 (t, J= 3.57 Hz).<br />
85
Chapitre III<br />
CH 3 CO<br />
8 méthyles<br />
H-12<br />
H-3<br />
Figure [III.7] : Spectre de 1 H-RMN (CDCl 3 , 300 MHz) du composé SU23a.<br />
L’élucidation structurale du composé est initiée à partir d’un carbone bi<strong>en</strong><br />
id<strong>en</strong>tifiable tel que C-3. Ce dernier prés<strong>en</strong>te <strong>en</strong> HMBC (figure III.8a-b), des corrélations<br />
avec les protons H-1 (δ 1.64-1.90), H-2 (δ 1.60-1.63), H-5 (δ 0.83), les protons des<br />
groupem<strong>en</strong>ts méthyles Me-23 (δ 0.88) et Me-24 (δ 0.87) ainsi qu’avec les protons du<br />
groupem<strong>en</strong>t acétoxy CH 3 COO résonant à 2.05 ppm lié au carbone C-3. Le proton H-3<br />
corrèle avec les carbones C-2 (δ 23.6), C-23 (δ 28.1), C-24 (δ 16.7) et un carbone<br />
quaternaire fortem<strong>en</strong>t « déblindé » résonant à 171,0 ppm attribuable au carbonyle du<br />
groupem<strong>en</strong>t acyle Me-CO.<br />
86
Chapitre III<br />
H-12 : C-8<br />
H-12 : C-9<br />
H-12 : C-18<br />
H-11 : C13<br />
H-27 : C13<br />
H-3 :C1 , CH 3 CO : 1 ,<br />
Figure [III.8a] : Spectre HMBC du composé SU23a.<br />
H 3 C<br />
CH 3<br />
CH 3<br />
H<br />
H<br />
CH 3<br />
H<br />
CH 3<br />
H 3 C<br />
O<br />
O<br />
H<br />
H 3 C<br />
CH 3<br />
Figure [III.9] : Principales corrélations HMBC du composé SU23a.<br />
87
Chapitre III<br />
H-25 : C-9 /H-26 : C-9<br />
H-28: C-18<br />
H-23: C-4/ H-24:C-4<br />
H-23: C-3/ H-24:C-3<br />
Figure [III.8b] : Agrandissem<strong>en</strong>t du spectre HMBC du composé SU23a.<br />
L’expéri<strong>en</strong>ce de corrélation COSY 1 H- 1 H (figure III.10) montre les couplages <strong>en</strong>tre<br />
le proton H-9 et les protons H-11 (δ 1.55-1.90). Ces derniers corrèl<strong>en</strong>t à leur tour avec un<br />
proton déblindé résonant à 5.12 ppm qui ne peut être que le proton éthylénique H-12 porté<br />
par le carbone C-12 résonant à 124.3 ppm d’après le spectre HSQC (figure III.11). Le<br />
deuxième carbone éthylénique C-13 est repéré à 139.6 ppm <strong>en</strong> vertu de sa corrélation<br />
HMBC avec les protons du groupem<strong>en</strong>t méthyle Me-27 (δ 1.07). Ces derniers corrèl<strong>en</strong>t<br />
avec les carbones quaternaires C-8 (δ 41.5) et C-13 (δ 139.6), C-14 (δ 42.1) et carbone<br />
méthylénique C-15 (δ 26.6). La double liaison se trouve ainsi localisée <strong>en</strong> ∆ 12-13 , suggérant<br />
<strong>en</strong> conséqu<strong>en</strong>ce qu’on est <strong>en</strong> prés<strong>en</strong>ce d’un triterpène p<strong>en</strong>tacyclique à squelette amyrine.<br />
.<br />
88
Chapitre III<br />
H-2 : H-3<br />
H-9 : H-11<br />
H-11 ; H-12<br />
Figure [III.10] : Spectre COSY du composé SU23a.<br />
H-2 , :C-2 ,<br />
H-3 : C-3<br />
H-12 : C-12<br />
Figure [III.11] : Les principales corrélations HSQC du composé SU23a.<br />
89
Chapitre III<br />
Tableau [III.1] : Données spectrales du composé SU23a<br />
Position δH m J Hz δC<br />
1 1 .64 - 1.90 m 38.4<br />
2 1.60 - 1.63 m 23.6<br />
3 4.5 m 80.9<br />
4 - 37.7<br />
5 0.83 m 55.2<br />
6 1.52 m 18.2<br />
7 1.56 -1.37 m 32.8<br />
8 - 41.5<br />
9 1.55 m 47.6<br />
10 - 36.8<br />
11 1.90 - 2.00 m 28.1<br />
12 5.12 t 3.57 124.3<br />
13 - 139.6<br />
14 - 42.1<br />
15 0.92 m 26.6<br />
16 1.261 m 31.2<br />
17 - 40,0<br />
18 1.32 m 59,0<br />
19 0.92 m 28.1<br />
20 - 33.7<br />
21 0.91 m 39.6<br />
22 1.32 m 39.6<br />
23 0.88 s 28.1<br />
24 0.87 s 16.7<br />
25 0.98 s 15.7<br />
26 1.01 s 16.8<br />
27 1.07 s 23.2<br />
28 0.8 s 17.5<br />
29 0.8 s 28.7<br />
30 0.91 s 21.3<br />
1 , - 171<br />
2 , 2.04 s 21.3<br />
90
Chapitre III<br />
III.2<br />
Id<strong>en</strong>tification du mélange SU 37a<br />
Isolé sous forme de poudre blanche, SU37a absorbe peu sous UV à 254 nm et à<br />
366 nm ; sur CCM, il se colore <strong>en</strong> violette après révélation à la vanilline sulfurique et<br />
chauffage. On observe un R f de 0,45 dans un système hexane : dichlorométhane (70:30)<br />
sur silice normale.<br />
Le spectre de masse (figure III-12 à III.14) réalisé <strong>en</strong> impact électronique (EI +<br />
VE+ LMR) donne les fragm<strong>en</strong>ts suivants qui caractéris<strong>en</strong>t un mélange composé du :<br />
- β Sitosterol avec : (m/z) : 414 (M + ), 396, 329, 303, 255 (figure III.13).<br />
et<br />
- Stigmasterol, dont les fragm<strong>en</strong>tations principales sont : (m/z) : 412 (M + ), 396, 351, 327,<br />
300, 271, 255, 231 (figure III.14).<br />
Figure [III.12] : Spectre de masse du SU37a.<br />
91
Chapitre III<br />
Figure [III.13] : Spectre de masse du composé β-sitostérol.<br />
Figure [III.14] : Spectre de masse du composé Stigmastérol.<br />
92
Chapitre III<br />
Le spectre RMN du proton 1 H (CDCl 3 , 300 MHz) (figure III.16) prés<strong>en</strong>te des<br />
signaux allant de 0.68 à 5.3 ppm. On peut distinguer une série de pics très d<strong>en</strong>ses dans<br />
l’intervalle 0.68 ppm à 2.28 ppm. Ceci signe la prés<strong>en</strong>ce de protons aliphatiques. Ce spectre<br />
est caractéristique des dérivés stéroïdiques. Un multiplet observé à 3.53 ppm correspondant<br />
à un proton porté par un carbone <strong>en</strong> alpha d’un groupem<strong>en</strong>t hydroxyle. Le signal à 5.11<br />
ppm et 5.14 ppm, correspondant aux déplacem<strong>en</strong>ts chimiques des protons éthyléniques.<br />
D’autre part, nous id<strong>en</strong>tifions un doublet éthylénique à δ 5.35 ppm.<br />
La comparaison avec les bases de données de la littérature (bases de données<br />
Sigma-Aldrich) (figure III.17 et III.18) nous ori<strong>en</strong>te vers les phytostérols. Du fait des<br />
éthyléniques prés<strong>en</strong>ts, notre att<strong>en</strong>tion se porte plus particulièrem<strong>en</strong>t vers le stigmastérol et<br />
le β-sitostérol. .<br />
19<br />
11<br />
21<br />
20<br />
18<br />
17<br />
23<br />
19<br />
11<br />
18<br />
21<br />
20<br />
17<br />
23<br />
10<br />
15<br />
10<br />
15<br />
HO 3 5<br />
7<br />
HO 3 5<br />
7<br />
β-sitostérol<br />
Stigmastérol<br />
Figure [III.15] : Structures du mélange SU37a.<br />
Figure [III.16] : Spectre 1 H-RMN (CDCl 3 , 300 MHz) du SU37a.<br />
93
Chapitre III<br />
Figure [III.17] : Spectre 1 H-RMN (CDCl 3 , 300 MHz) du β-sitostérol.<br />
(Source : www.sigmaaldrich.com)<br />
Figure [III.18] : Spectre 1 H-RMN (CDCl 3 , 300 MHz) du stigmastérol.<br />
(Source : www.sigmaaldrich.com)<br />
Ainsi, le mélange SU37a est constitué de β-sitostérol et de stigmastérol. Ces<br />
composés font partie des stérols largem<strong>en</strong>t répandus dans le règne végétal, et ont déjà été<br />
m<strong>en</strong>tionnés notamm<strong>en</strong>t dans les parties aéri<strong>en</strong>nes (feuilles et tiges) de Mirabilis jalapa<br />
Linn. [3]; et égalem<strong>en</strong>t dans les racines où les auteurs décriv<strong>en</strong>t un mélange id<strong>en</strong>tique à<br />
celui décrit dans notre étude [4].<br />
94
Chapitre III<br />
III.3 Interprétation de produit SU50 i<br />
HO<br />
7<br />
OCH 3<br />
8<br />
8a<br />
O<br />
H<br />
2<br />
H<br />
3 ,<br />
2 ,<br />
1 , 6 ,<br />
OCH 3<br />
4 ,<br />
5 ,<br />
H<br />
6<br />
H 5<br />
4a<br />
4<br />
3<br />
H<br />
H<br />
OH<br />
O<br />
Figure [III.19] : (Galangustin) (Isoscutellarein-8,4 ' -diméthyle éther).<br />
Le composé SU50i se prés<strong>en</strong>te sous forme de laine de verre jaune. Il a été isolé<br />
notamm<strong>en</strong>t de G. angustifolia [5].<br />
Tableau [III.2] : Données spectrales du composé SU50i.<br />
Réactif Bande II Bande I<br />
MeOH 275.5 296.5 - 319.5 359.5 -<br />
MeOH + NaOH 211 284 302 374 - -<br />
AlCl 3 283 308 - 343 397 -<br />
AlCl 3 + HCl 282.5 307 .5 - 340.5 395.5 -<br />
NaOAc 276 284 302 346 - -<br />
NaOAc<br />
+H 3 BO 3<br />
276 - 300 320 349 450<br />
Le spectre d’absorption UV-visible montrait un maximum à 275.5 nm relatif à la<br />
bande II, autre à 319.5nm, relatif à la bande I. La valeur du maximum d'adsorption de la<br />
bande I à 319.5 nm du spectre UV-visible <strong>en</strong>registré dans le méthanol montre qu'on est <strong>en</strong><br />
prés<strong>en</strong>ce d'un proton <strong>en</strong> position 3 qu’il s’agit d’un flavonoïde de type flavone [6].<br />
95
Chapitre III<br />
Le spectre méthanol <strong>en</strong> prés<strong>en</strong>ce de AlCl 3 prés<strong>en</strong>te un déplacem<strong>en</strong>t bathochrome de<br />
la bande I par rapport au spectre méthanol neutre de 40 nm ce qui montre la prés<strong>en</strong>ce de<br />
l'hydroxyle libre <strong>en</strong> position 5. Le spectre AlCl 3 + HCl ne s'accompagne pas d'un effet<br />
hypsochrome de la bande I par rapport au spectre AlCl 3 ce qui milite pour l’abs<strong>en</strong>ce d'un<br />
système orthodihydroxylé sur les noyaux A et B.<br />
Le spectre méthanol après addition de NaOAc prés<strong>en</strong>te un déplacem<strong>en</strong>t de la bande<br />
II par rapport au spectre méthanol (8.5 nm) ce qui montre la substitution de la position 7.<br />
Le spectre méthanol après addition de NaOH prés<strong>en</strong>te un déplacem<strong>en</strong>t bathochrome<br />
de la bande I par rapport au spectre méthanol (54.5 nm) avec diminution de la d<strong>en</strong>sité<br />
optique ce qui montre la substitution de la position 4'.<br />
MeOH<br />
MeOH + NaOAc<br />
AlCl 3<br />
AlCl 3 + HCl<br />
96
Chapitre III<br />
MeOH + NaOH<br />
5 min aprés<br />
MeOH + NaOAc<br />
+ H 3 BO 3<br />
Figure [III.20] : Spectres UV avec les réactifs de déplacem<strong>en</strong>t du composé SU50i.<br />
C’est grâce aux donnés spectrales RMN du 1 H et du 13 C, (tableau III.3), que l’on<br />
peut confirmer que le composé SU50 i est un flavonoïde. Cette molécule a un spectre RMN<br />
1 H (300 Hz dans le DMSO-d 6 ) (figure III.21) qui comporte un signal à δ 6.28 (1H, s) qui est<br />
caractéristique d’un proton aromatique. Il correspond à H-6 du cycle A du noyau de base<br />
des flavonoïdes. La substitution du noyau B est indiquée par la prés<strong>en</strong>ce de deux couples de<br />
doublets couplant <strong>en</strong> position ortho à 7.98 (d, J = 8.9 Hz) et 7.98 (d, J = 8.9 Hz) pour H-2’<br />
et H-6’, et δ 7.10 (d, J = 8.9 Hz) et 7.1 (d, J = 8.9 Hz) pour H-3’ et H-5’. Un signal à 6,85<br />
ppm (1H, s) correspond au H-3 du cycle C. On observe aussi un signal sous forme de<br />
singulet à 3,84 ppm (intégration pour 6 protons), correspondant à deux groupem<strong>en</strong>ts<br />
méthoxyle. Par ailleurs, on observe un signal déblindé résonant à 12.58 ppm sous forme<br />
d’un singulet : ceci est caractéristique d’une fonction OH-C 5 <strong>en</strong> position 5, au voisinage (<strong>en</strong><br />
γ) d’un groupem<strong>en</strong>t carbonyle.<br />
97
Chapitre III<br />
OH-C 5<br />
H-3 / /5 /<br />
H-2 / /6 / H-3<br />
H-6<br />
2×OMe<br />
Figure [III.21] : Spectre de 1 H-RMN (DMSO-d 6 , 300 Hz) du composé SU50i.<br />
Le spectre RMN du 13 C (DMSO-d 6, 75 MHz) (figure III.22), indique la prés<strong>en</strong>ce<br />
de 17 carbones. Parmi ceux-ci, nous distinguons neuf carbones quaternaires dont un<br />
groupem<strong>en</strong>t carbonyle (δ C 181.9 ppm), le carbone-3 caractéristique d’un flavone (δ C<br />
103.3 ppm), et cinq CH aromatiques δ 99.0 ; δ 128.2 ; δ 2×114.7 et à δ 128.2 .La prés<strong>en</strong>ce<br />
de deux groupem<strong>en</strong>ts méthoxyles est confirmée par les carbones situés à 55.5 et δ 61.0<br />
ppm [7]. La formule brute est déterminée comme étant C 17 H 14 O 6 .<br />
98
Chapitre III<br />
solvant<br />
C-1 / C-3 / /5 , C-4a<br />
C-7 C-5<br />
C-8<br />
C-2 / /6 ,<br />
OMe<br />
OMe<br />
C-4<br />
C-4 /<br />
C-3<br />
C-2<br />
C-8a<br />
C-6<br />
Figure [III.22] : Spectre de 13 C-RMN (DMSO-d 6 , 75 MHz) du composé SU50i.<br />
Ainsi, l’<strong>en</strong>semble des données UV-visible et RMN permett<strong>en</strong>t de définir le<br />
composé SU 50i comme étant l’isoscutellarine. Ce composé fait partie des flavonoïdes très<br />
rarem<strong>en</strong>t répandus dans le règne végétal, et a déjà été m<strong>en</strong>tionné notamm<strong>en</strong>t dans les<br />
parties aéri<strong>en</strong>nes de G. angustifolia [5].<br />
99
Chapitre III<br />
Tableau [III.3] : Données spectrales du composé SU50i.<br />
Position<br />
1 H, δ (ppm), m J (Hz)<br />
13 C, δ (ppm)<br />
2 - - 163.1<br />
3 6.85 s - 103.3<br />
4 - - 181.9<br />
5 12.58 OH-C 5 - 156.2<br />
6 6.28 s - 99<br />
7 - - 157.1<br />
8 - - 127.7<br />
8a - - 149.5<br />
4a - - 103.5<br />
1 , - - 122.9<br />
2 , 7.98 d 8.9 128.2<br />
3 , 7.1d 8.9 114.7<br />
4 , - - 162.3<br />
5 , 7.1d 8.9 114.7<br />
6 , 7.98 d 8.9 128.2<br />
OMe-C8 3.84 - 60<br />
OMe-C-4 , 3.84 - 55.6<br />
100
Chapitre III<br />
III.4 Interprétation de composé SU56c<br />
HO<br />
H<br />
6 ,<br />
H<br />
4 , H<br />
5 , O<br />
HO<br />
HO<br />
O 8<br />
3 , 7<br />
H<br />
2, 1 ,<br />
8 a<br />
OH<br />
H<br />
H<br />
6<br />
HO<br />
5<br />
4 a<br />
O<br />
4<br />
2<br />
3<br />
H<br />
O<br />
H<br />
H<br />
Figure [III.23] : Cichoriine (esculoside-7-O-β-D-glucoside) (2H-1-B<strong>en</strong>zopyran-2- (β-Dglucopyranosyloxy)-6-hydroxy).<br />
Tableau [III.4] : Données des spectres UV avec les réactifs de déplacem<strong>en</strong>t du composé<br />
SU56c.<br />
Me OH 226.5 257 287.5 339.5<br />
MeOH + AlCl 3 226.5 257.5 288.5 346.6<br />
Me OH +<br />
AlCl 3 + HCl<br />
Me OH +<br />
NaOH<br />
226.5 - 289.5 340.5<br />
215 246.0 273.5 – 302 384.5<br />
Me OH +<br />
NaOH + 5 , 215 - 273.5 – 302 385<br />
MeOH +<br />
acétate de Na<br />
Me OH +<br />
acétate de Na<br />
+ H 3 BO 3<br />
214.5 246.5 281.5 346.5<br />
216 257 286 343<br />
Le composé SU56c se prés<strong>en</strong>te sous forme d’une poudre blanche. Le spectre<br />
d’absorption UV dans le méthanol (figure III.24) montre quatre maxima à 226.5, 257.5,<br />
287.5 et 346.6 nm caractéristiques d'une coumarine [8].<br />
101
Chapitre III<br />
Figure [III.24] : Spectres UV-visible du composé SU56c.<br />
102
Chapitre III<br />
H-8<br />
H-5<br />
Protons de Sucre<br />
H-4<br />
H-3<br />
H-1 ,<br />
Figure [III.25] : Spectre de 1 H-RMN (500 Hz, DMSO-d 6 ) du composé SU56c.<br />
Le spectre RMN 1 H (500 Hz, DMSO-d 6 ) (figure III.25) permet de mettre <strong>en</strong><br />
évid<strong>en</strong>ce la prés<strong>en</strong>ce de deux signaux qui apparaiss<strong>en</strong>t à δ 7.90 ppm (1H, d, J = 9.9 Hz) et<br />
6.28 ppm (1H, d, J = 8.8 Hz) sont attribués aux protons du cycle pyranne H-4 et H-3. Deux<br />
autres signaux à δ 7.08 ppm (1H, s) et 7.12 ppm (1H, s) correspond<strong>en</strong>t aux protons du cycle<br />
aromatique, H-5 et H-8. Ceci est confirmé par les résultats de l’expéri<strong>en</strong>ce COSY (figure<br />
III.28) qui représ<strong>en</strong>te les points de corrélations <strong>en</strong>tre les protons H-4 (7.90 ppm) et H-3<br />
(6.28 ppm). La partie osidique est représ<strong>en</strong>tée par le pic anomérique résonant à 4,92 ppm<br />
avec une constante de couplage de 7,2 Hz : ceci montre que le sucre est de configuration β.<br />
Le proton H-2’ (3,32 ppm) est localisé grâce à la corrélation avec H-1’ (4,92 ppm).<br />
103
Chapitre III<br />
C-7<br />
C-2<br />
C-8a<br />
c-4<br />
C-6<br />
O-Sucre<br />
C-8 Sucre<br />
Figure [III.26] : Spectre de carbone (DMSO-d 6 , 75 MHz) du composé SU56c.<br />
L’analyse de spectre RMN 13 C (DMSO-d 6, 75 MHz) (figure III.26) révèle la prés<strong>en</strong>ce<br />
de quinze atomes de carbone dans la structure du composé SU56c. L'analyse du spectre<br />
DEPT 135 (figure III.27) a fourni plus d'indications, parmi ces atomes de carbone : on<br />
dénombre un CH 2 et, par déduction, sept carbones quaternaires. On y observe égalem<strong>en</strong>t un<br />
signal à δ 143.6 relatif au groupem<strong>en</strong>t hydroxyle liée au carbone 6.<br />
Le spectre RMN 13 C montre bi<strong>en</strong> la prés<strong>en</strong>ce du sucre dont la majorité des carbones<br />
résonn<strong>en</strong>t <strong>en</strong>tre 60.8 et 101.0 ppm, correspondant au carbone anomérique C1'. Le proton<br />
anomérique corrèle avec ce carbone sur le spectre HSQC (figure III.29).<br />
104
Chapitre III<br />
C-4<br />
C-3<br />
C-5<br />
C-8<br />
C-3 , C-5 , C-2 ,<br />
C-4 ,<br />
C-1 , C-1 ,<br />
6 ,<br />
Figure [III.27] : Spectre de DEPT 135 du compose SU56c.<br />
La réalisation de l’expéri<strong>en</strong>ce HSQC (figure III.29) a conduit à l’établissem<strong>en</strong>t des<br />
connections géminales 1 H- 13 C ( 1 J C-H ). Il a pu être démontré que les protons localisés à δ<br />
7.90, 7.08, 7.12 et 4.92 étai<strong>en</strong>t liés aux carbones respectivem<strong>en</strong>t situés à δ 144.3, 112.7,<br />
103.4 et 101.0.<br />
105
Chapitre III<br />
H1 , :H2 ,,<br />
H3 :H4<br />
Figure [III.28] : Spectre COSY 1 H- 1 H du composé SU56c.<br />
H-8 : C-8<br />
H-1 , : C-1 ,<br />
H-4 : C-4<br />
H-5 : C-5<br />
Figure [III.29] : Spectre HSQC du composé SU56c.<br />
106
Chapitre III<br />
L’<strong>en</strong>registrem<strong>en</strong>t du spectre HMBC (observation des corrélations hétéronucléaires<br />
longue distance ( 2 J C-H et 3 J C-H )) (figure III.30) a montré les corrélations <strong>en</strong>tre les protons<br />
résonant à 4.92 ppm et le carbone situé à 148.8 ppm. Cette expéri<strong>en</strong>ce a montré aussi des<br />
crêtes de corrélation <strong>en</strong>tre le carbone résonant à 160.7 ppm et le proton à 7.90 ppm. Pour<br />
confirmer la position de sucre, l’expéri<strong>en</strong>ce nOe différ<strong>en</strong>tielle (figure III.31) a montré le<br />
couplage <strong>en</strong>tre le proton anomérique (4.93 ppm) et proton à 7.12 ppm (H-8).<br />
H-1 , : C-3 ,<br />
H-4 : C-3<br />
H-5 , : C-3<br />
H-1 , : C-7<br />
H-4 : C-2<br />
H-3 : C-2<br />
Figure [III.30] : Spectre HMBC du composé SU56c.<br />
107
Chapitre III<br />
Couplage <strong>en</strong>tre le proton H-8 : H-1 ,<br />
Figure [III.31] : nOe différ<strong>en</strong>tielle du composé SU56c.<br />
108
Chapitre III<br />
Tableau [III.5] : Données spectrales du composé du composé SU56c.<br />
Position<br />
1 H J<br />
13 C COSY HMBC<br />
1 - - - - -<br />
2 - - 160.7 - -<br />
3 6.28 d 9.8 113.5 - -<br />
4 7.90 d 9.8 144.3 6,28-7.90 103.4 – 112.7 – 147.8 – 160.7<br />
4a - - 113.0 - -<br />
5 7.08 s - 112.7 - 113.0 –143.6 – 148.8 -160.7<br />
6 - - 143.6 - -<br />
7 - - 148.8 - -<br />
8 7.12 s - 103.4 3.45 - 6.28 113.0 – 143.6 – 147.8 – 148.8<br />
8a - - 147 .8 - -<br />
1 , 4.92 d 7.2 101 - 69.8 -75.8 -77.3 – 148.8<br />
2 , 3.32 - 73.2 - -<br />
3 , 3.45 - 77.3 60.8 – 69.8 – 75.8 – 101.0<br />
4 , 3.16 - 69.8 - -<br />
5 , 3 .31 - 75.8 - -<br />
6 , 3.30 - 60.8 - -<br />
109
Chapitre III<br />
III.5 le composé SU70a<br />
OH<br />
HO<br />
5<br />
4<br />
A<br />
3<br />
2<br />
HO<br />
HO<br />
6<br />
8<br />
1 7<br />
O OH<br />
Me 9<br />
G<br />
R 6<br />
6 OH<br />
O<br />
R O<br />
3 , 5<br />
G<br />
R 5<br />
4 G<br />
O<br />
2 , 4<br />
R<br />
8 , 4 ,<br />
3 R 1<br />
R 2<br />
G 3 G 1<br />
B<br />
G 1 ,<br />
2<br />
O<br />
5 ,<br />
H<br />
O<br />
OH<br />
OH<br />
7 , 6 ,<br />
OH<br />
Figure [III.32] : Actéoside (β-D-glucopyranoside, 2-(3,4-dihydroxyph<strong>en</strong>yl)ethyl 3-O- (6-<br />
deoxy-α-L-mannopyranosyl)-, 4-[(2E)-3-(3,4-<br />
dihydroxyph<strong>en</strong>yl)-2-prop<strong>en</strong>oate] ).<br />
Il s’agit actéoside. Il a été isolé notamm<strong>en</strong>t d’Acanthus ilicifolius [9].<br />
Le spectre de masse ESI-MS du composé SU70a montre <strong>en</strong> modes positif (figure III.33) et<br />
négatif respectivem<strong>en</strong>t des ions à m/z 647.2 [M+Na] + et 1270.8 [2M+Na] + , m/z 623.2<br />
[M-H] - et 658.9 [M+Cl] + , m/z 1246.7 [2M-H] + et 1382.7 [2M+Cl] + . Ceci correspond à une<br />
masse moléculaire de 624 uma et une formule brute C 29 H 36 O 15<br />
Figure [III.33] : Spectre de masse du composé SU70a.<br />
110
Chapitre III<br />
Tableau [III.6] : Données des spectres UV avec les réactifs de déplacem<strong>en</strong>t du composé<br />
SU70a.<br />
MeOH 205 219 247 291 331<br />
AlCl 3 207 - 263 303 364<br />
AlCl 3 + HCl 205 220 249 290 332<br />
NaOH<br />
Après 5 \ 210 - 260 297 380<br />
NaOAc 210 - 249 290 331<br />
NaOAc +<br />
H 3 BO 3<br />
212 - 256 294 354<br />
+ NaOH<br />
MeOH<br />
5 min après<br />
+ AlCl 3<br />
+ AlCl 3 + HCl<br />
111
Chapitre III<br />
+ NaOAc + NaOAc + H 3 BO 3<br />
Figure [III.34] : Spectres UV-visible du composé SU70a.<br />
Le spectre d’absorption UV montrait quatre maximums à 205, 219, 247, 291 et 331<br />
nm, caractéristiques d’un actéoside [10].<br />
Le spectre méthanol après addition de NaOH prés<strong>en</strong>te un déplacem<strong>en</strong>t bathochrome<br />
de la bande I par rapport au spectre méthanol (49 nm) avec diminution de la d<strong>en</strong>sité<br />
optique ce qui montre la substitution de la position 4'.<br />
Le spectre méthanol <strong>en</strong> prés<strong>en</strong>ce de AlCl 3 prés<strong>en</strong>te un déplacem<strong>en</strong>t de la bande I par<br />
rapport au spectre (MeOH + AlCl 3 + HCl) (32 nm) ce qui montre pour la prés<strong>en</strong>ce d'un<br />
système orthodihydroxylé sur les noyaux B.<br />
Le spectre H 3 BO 3 s'accompagne d'un effet bathochrome de la bande I par rapport au<br />
spectre méthanol (24 nm) ce qui milite pour la prés<strong>en</strong>ce d'un système orthodihydroxylé sur<br />
les noyaux A (4, 5 -diOH).<br />
112
Chapitre III<br />
H-3<br />
H-5’<br />
H-7<br />
H-2<br />
H-6<br />
H-2’<br />
H-6’<br />
H-8<br />
H-R 1<br />
H-G 1<br />
H-7’<br />
R 6<br />
Figure [III.35] : Spectre RMN- 1 H (CD 3 OD, 300 MHz) du composé SU70a.<br />
Le spectre RMN 1 H dans le (CD 3 OD, 300 MHz) (figure III.35) prés<strong>en</strong>te différ<strong>en</strong>ts<br />
signaux s’étalant de 1.07 à 7.61 ppm :<br />
- δ 2.77 ppm un signal résonnant sous forme de triplet (J= 7.0 Hz) et un autre signal à<br />
4.04 ppm sous forme de multiplet intégrant pour 2 H correspond<strong>en</strong>t à des CH 2<br />
aliphatiques.<br />
- Entre 6.24 et 7.58 ppm, de nombreux signaux intégrant chacun pour 1H,<br />
correspond<strong>en</strong>t à des protons aromatiques et égalem<strong>en</strong>t éthyléniques : on peut <strong>en</strong> effet<br />
id<strong>en</strong>tifier des doublets résonnant avec des constantes correspondant à des protons<br />
éthyléniques : à δ 7.58 et δ 6.24 doublets avec un constante J= 15,8 Hz. Les protons<br />
aromatiques ont des multiplicités variées, du fait des nombreux signaux, tous ne sont pas<br />
précisém<strong>en</strong>t id<strong>en</strong>tifiables. Cep<strong>en</strong>dant des systèmes de spin faisant p<strong>en</strong>ser à des noyaux<br />
aromatiques meta/para substitués peuv<strong>en</strong>t être mis <strong>en</strong> évid<strong>en</strong>ce : δ 7.04 (1H, s) ; δ 6.76 (1H,<br />
d, J= 8.1 Hz); δ 6.94 (1H, dd, J 1 = 8.2 Hz; J 2 = 1.8 Hz) pour le cycle A; et égalem<strong>en</strong>t à δ 6.65<br />
(1H, d, J = 8.8 Hz); δ 6.68 (1H, d, J= 1.5 Hz) ; δ 6.54 (1H, dd, J 1 = 8.1 Hz ; J 2 = 2.1 Hz).<br />
113
Chapitre III<br />
La partie osidique est représ<strong>en</strong>tée par les deux pics anomériques H-G 1 et H-R 1 . Les<br />
déplacem<strong>en</strong>ts dans la région des sucres sont caractéristiques d’un glucose et d’un rhamnose.<br />
Pour le glucose, on note la configuration β grâce à la constante de couplage typique de son<br />
proton anomérique H-G 1 à δ 4.36 (1H, d, J= 7.7 Hz) [11]. Le rhamnose est id<strong>en</strong>tifié par son<br />
proton anomérique qui résonne à δ 5.18 ppm. Les autres protons des sucres sont situés <strong>en</strong>tre<br />
4.91 et 1.07 ppm. Le doublet résonnant à δ 1.07 ppm, intégrant pour trois protons, est<br />
typique d’un groupe méthyle.<br />
Le spectre RMN 13 C (CD 3 OD, 75 MHz) (figure III.36) prés<strong>en</strong>te 29 signaux distincts<br />
répartis <strong>en</strong>tre 18.4 et 168.3 ppm, le spectre DEPT 135 (figure III.37) a fournit plus<br />
d'indications, parmi ces atomes de carbone on <strong>en</strong> dénombre trois carbones secondaires<br />
(CH 2 ): δ 36.5 (C- 7’) ; δ 62.3 (C- G 6 ) et δ 72.2 (C- 8’) à δ 168.3 un signal attribué C-9;<br />
et parmi les 25 signaux restant, 07 s’avèr<strong>en</strong>t être des carbones quaternaires.<br />
114
Chapitre III<br />
C4’ C5’ C3<br />
C9<br />
C4 C7<br />
C3’<br />
C5<br />
C6’<br />
C2<br />
C1’<br />
C1<br />
C2’<br />
C6<br />
C8<br />
G2<br />
R4<br />
G5<br />
C7’<br />
R6<br />
G1 R1<br />
G3<br />
G6<br />
Figure [III.36] : Spectre RMN 13 C (CD 3 OD, 75 MHz) du composé SU70a.<br />
115
Chapitre III<br />
R 6<br />
C9<br />
G1 R1<br />
C8’<br />
G 6<br />
C7’<br />
Figure [III.37] : Spectre DEPT 135 du composé SU70a.<br />
L’attribution des déplacem<strong>en</strong>ts chimiques des protons est corroborée par les<br />
expéri<strong>en</strong>ces homonucléaire COSY, hétéronucléaire HSQC et HMBC.<br />
L’expéri<strong>en</strong>ce COSY 1 H- 1 H (figure III.38) montre une corrélation <strong>en</strong>tre :<br />
- Les éthyléniques coupl<strong>en</strong>t <strong>en</strong>tre eux, les points de corrélations <strong>en</strong>tre les protons H-7<br />
(7.58 ppm) et H-8 (6.24 ppm).<br />
- On peut égalem<strong>en</strong>t déterminer des corrélations <strong>en</strong>tre les protons H-R 5 (3.55 ppm) et H- R 6<br />
(1.07 ppm) ainsi que H-R 1 (5.18 ppm), H-R 2 (3.58ppm) est corrélé avec H-R 3 (3.91 ppm)<br />
pour le rhamnose. L’on observe aussi des crêtes de corrélation <strong>en</strong>tre le proton situé δ 4.36<br />
ppm et celui résonnant 3.38 ppm et δ 3.80 ppm et celui résonnant 4.91 ppm pour le<br />
glucose.<br />
Sur le spectre de corrélation hétéronucléaire HSQC (figure III.39), le carbone (C-7)<br />
résonnant à δ 148.0 ppm est corrélé avec le proton (H-7) situé à δ 7.58 ppm, le carbone<br />
(C-8) localisé à 114.6.ppm avec (H-8) à δ 6.24 ppm, δ C 115.2 ppm (C-6) avec δ 7,04 ppm<br />
(H-6), δ C 103.0 ppm (C- R 1 ) avec δ 5.18 ppm (H- R 1 ), δ C 104.1 ppm (C-G 1 ) avec δ 4.36<br />
ppm (H- G 1 ) et. δ 18.4 ppm (C-R 6 ) avec δ 1.07 ppm (H- R 6 ).<br />
La mesure du spectre de corrélations hétéronucléaires observées à longue distance HMBC<br />
116
Chapitre III<br />
(figure III.40) a montré une crête de corrélation <strong>en</strong>tre le proton résonant à δ 7.58 ppm et le<br />
carbone situé à 168.3 ppm Ces derniers corrèl<strong>en</strong>t avec le carbone 127.6 et 115.2. Cette<br />
dernière expéri<strong>en</strong>ce a permis de mettre <strong>en</strong> évid<strong>en</strong>ce la corrélation <strong>en</strong>tre le proton H-7 ,<br />
résonnant à δ 36.5 ppm et le carbone situé à δ 131.4 ppm confirmant l’attachem<strong>en</strong>t de du<br />
carbone C-7 , au cycle B. le proton éthylénique résonant à δ 7.58 ppm avec le carbone 127.6<br />
ppm confirmant l’attachem<strong>en</strong>t de du carbone C-7 au cycle A comme le montre<br />
l'expéri<strong>en</strong>ce HMBC.<br />
H- R 2 : H- R 3<br />
H- G 3 : H- G 4<br />
H-G 1 : H-G 2<br />
H-R 5 : H-R 6<br />
H-7:H-8<br />
H-R 1 : H- R 2<br />
Figure [III.38] : Spectre COSY du composé SU70a.<br />
117
Chapitre III<br />
H-R 6 : C-R 6<br />
H-6 : C-6<br />
H-R 1 : C- R 1<br />
H-G 1 : C- G 1<br />
H-7 : C-7<br />
H-8: C-8<br />
Figure [III.39] : Spectre HSQC du composé SU70a.<br />
H- R 1 : C- G 3<br />
H-G 1 : C- 8 ,<br />
H- G 6 : C- G 5<br />
H-7: C-1<br />
H-7 , : C-1’<br />
H-7: C-9<br />
H-8: C-9<br />
Figure [III.40] : Spectre HMBC du composé SU70a.<br />
118
Chapitre III<br />
Tableau [III.7] : Données spectrales du composé SU70a.<br />
Position<br />
13 C<br />
1 H HMBC<br />
C1 127.6 - -<br />
C2 123.2 6.94 (1H, dd, J= 8.2 ; 1.8 Hz) 116.5-123.2-146.7-149.7<br />
C3 116.5 6.76 (1H, d, J= 8.1 Hz)<br />
C4 149.7 - -<br />
C5 146.7 - 127.6-146.7-149.7<br />
C6 115.2 7.04 (1H) 116.5-148.0-149.7<br />
C7 148.0 7.58 (1H, d, J= 15.8 Hz) 115.2-123.2-127.6-168.3<br />
C8 114.6 6.24 (1H, d, J= 15.8 Hz) 127.6-148.0-168.3<br />
C9 168.3 - -<br />
C1’ 131.4 - -<br />
C2’ 116.2 6.65 (1H, d, J= 8.8 Hz) 117.1-131.4-146.0<br />
C3’ 146.0 - -<br />
C4’ 144.6 - -<br />
C5’ 117.1 6.68 (1H, d, J= 1.5 Hz) 121.2-131.4-146.0<br />
C6’ 121.2 6.54 (1H, dd, J= 8.1 ; 2.1 Hz) 117.1-144.6-146.0<br />
C7’ 36.5 2.77 - 2.78 (2H, t, J= 7.0 Hz) 72.2-117.1-121.2-131.4<br />
C8’ 72.2 4.04 - 3.72 (1H chacun, m) 36.5-104.0-131.4<br />
G1 104.1 4.36 (1H, d, J= 7.7 Hz) 72.2-75.9 ou 76.1<br />
G2 76.1 3.38 81.6-104.1<br />
G3 81.6 3.80 (1H, t) 70.3-72.0-75.9 ou 76.1-103.0<br />
G4 70.3 4.91 (1H, t) 62.3-75.9 ou76.1-81.6<br />
G5 75.9 3.53 -<br />
G6 62.3 3.537 - 3.60 (1H chacun, dd) -<br />
R1 103.0 5.18 (1H) 70.5-72.0-81.6<br />
R2 72.0 3.58 -<br />
R3 72.3 3.91 -<br />
R4 73.7 3.30 18.4-70.5<br />
R5 70.5 3.55 -<br />
R6 18.4 1.07 (3H, d, J= 6 Hz) 70.5-73.7<br />
Ce composé fait partie des composés phénoliques répandus dans le règne végétal, et<br />
ont déjà été m<strong>en</strong>tionnés notamm<strong>en</strong>t dans les parties aéri<strong>en</strong>nes (feuilles et tiges) de Acanthus<br />
ilicifolius. [9]; et égalem<strong>en</strong>t dans plantago asiatica [12].<br />
119
Chapitre III<br />
III.6 Le mélange SU28c<br />
C’est un mélange de deux composés avec un gras sous forme de poudre blanche,<br />
n’absorbe pas sous UV à 254 nm et à 365 nm; sur CCM, il se colore <strong>en</strong> violet après<br />
révélation à la vanilline sulfurique et chauffage. On observe un R f de 0,40 dans un système<br />
hexane dichlorométhane: (75:25) sur silice normale.<br />
Le spectre de masse (figure III.41) réalisé par impact électronique (IE) donne les fragm<strong>en</strong>ts<br />
suivants qui caractéris<strong>en</strong>t : méthyle ursolate et méthyle oleanate : (m/z): [MH] + = 469, 409,<br />
209, 218 [13].<br />
Figure [III. 41] : Spectre de masse du mélange SU28c.<br />
120
Chapitre III<br />
O<br />
[- OOCCH 3 ]<br />
HO<br />
HO<br />
m/z 468 m/z 409<br />
HO<br />
+<br />
m/z 208 m/z 218<br />
Figure [III.42] : Principales fragm<strong>en</strong>tations du mélange SU28c.<br />
O<br />
O<br />
O<br />
O<br />
HO<br />
HO<br />
méthyle oléanote<br />
méthyle ursolate<br />
Figure [III.43] : Structures du mélange SU28c.<br />
121
Chapitre III<br />
Le spectre RMN du proton 1 H (CDCl 3 ; 300 MHz) (figure III.44) prés<strong>en</strong>te des signaux<br />
allant de 0,73 à 5,3 ppm. On peut distinguer une série de pics très massif dans l’intervalle<br />
0,73 ppm à 2,04 ppm. Le triplet observé à 4,45 ppm correspond à un proton porté par un<br />
carbone <strong>en</strong> alpha d’un groupem<strong>en</strong>t hydroxyle. Le signal à 5.3 ppm, correspond au<br />
déplacem<strong>en</strong>t chimique de proton éthylénique. La valeur du déplacem<strong>en</strong>t chimique de H-17<br />
suggère une acylation au niveau du carbone C-17, plus précisém<strong>en</strong>t par un groupem<strong>en</strong>t<br />
CH 3 CO [13].<br />
Figure [III.44] : Spectre de proton (CDCl 3 , 300 MHz) du mélange SU28c.<br />
122
Chapitre III<br />
III.7 Interprétation des résultats des huiles ess<strong>en</strong>tielles<br />
49<br />
33<br />
47<br />
56<br />
12<br />
32<br />
46<br />
55<br />
Figure [III.45] : Chromatogramme de l’huile ess<strong>en</strong>tielle des racines de Scorzonera<br />
undulata.<br />
Dans l’huile ess<strong>en</strong>tielle des racines de scorzonera undulata les composants<br />
majoritaires sont :<br />
Les acides gras: acide hexadecanoique (42.19%) et d’autres composants appart<strong>en</strong>ant<br />
à la famille d’acide gras n- acide tetradecanoique (11.16%) et acide 9-hexadec<strong>en</strong>oique<br />
(4.38%).<br />
Les esters font une partie considérable dans la composition de l’huile : acide<br />
hexadecanoique methyle ester (2.32%), 9- acide octadec<strong>en</strong>oique methyle ester (1.31%),<br />
Octadecanoate (2.2 %), 1,2 acide b<strong>en</strong>z<strong>en</strong>edicarboxylique, bis(2-methylpropyl) ester<br />
(1.38%).<br />
Les alcools : β-Bisabolol (1.2 %), dodecanol (0.22 %) et alpha-muurolol (0.12 %).<br />
Les hydrocarbures saturés : Heptadecane (0.64%), Nonadecane (0. 46%), Eicosane<br />
(0. 22%), P<strong>en</strong>tadecane, (0. 16%) et Tricosane (0. 11%).<br />
On remarque que l’acide hexadecanoique est le produit majoritaire et d’après Marzi la<br />
plante scozonera undulata considère comme une source de l’acide palmitique [14].<br />
Les produits majoritaires sont des acides gras (60.2 %), on remarque l’abs<strong>en</strong>ce des<br />
monoterpènes, la prés<strong>en</strong>ce des ester (5.85), hydrocarbure (1.96) et des sesquiterpènes.<br />
123
Chapitre III<br />
III.7.1 Etude comparative<br />
Une étude comparative des huiles ess<strong>en</strong>tielles <strong>en</strong>tre la partie aéri<strong>en</strong>ne et les<br />
racines de la plante Scorzonera undulata subsp. deliciosa (Guss.) Maire est comm<strong>en</strong>t suit :<br />
Tableau [III.8] : Etude comparative des huiles ess<strong>en</strong>tielles.<br />
Scorzonera undulata<br />
Composés partie aéri<strong>en</strong>ne les racines<br />
2,4-decadi<strong>en</strong>al % 0.5 0.12<br />
Dodecanol % 0.4 0.22<br />
Delta cadin<strong>en</strong>e % Tr 0.16<br />
acide Hexadecanoique methyl ester % 30 .4 2.32<br />
acide octadecdi<strong>en</strong>oique, methyl ester % 2.2 3 .67<br />
Hydrocarbone % 13 1.85<br />
III.7.2<br />
Test antibactéri<strong>en</strong> sur Escherichia coli<br />
Un autre paramètre important déterminant l’activité antimicrobi<strong>en</strong>ne des huiles<br />
ess<strong>en</strong>tielles dép<strong>en</strong>d <strong>en</strong> premier lieu du type et des caractéristiques des composants actifs, <strong>en</strong><br />
particulier leur propriété hydrophobe qui leur permet de pénétrer dans la double couche<br />
phospholipidique de la membrane de la cellule bactéri<strong>en</strong>ne. Parmi les bactéries, Escherichia<br />
coli a été la plus étudié. Escherichia coli [15]. HE a montré la plus forte activité avec un<br />
diamètre de croissance de 16 mm à la dose de conc<strong>en</strong>tration 100 µg.<br />
124
Chapitre III<br />
III.8<br />
Discussion des résultats d’activité antioxydante<br />
L’extrait DCM de Scorzonera Undulata n’a montré aucune activité antioxydante (IC 50<br />
non calculable) Ceci s’explique par la prés<strong>en</strong>ce des composés p<strong>en</strong>tacyclique triterpènes.<br />
L’extrait méthanoliques de Scorzonera Undulata a réagi légèrem<strong>en</strong>t au test<br />
antioxydant avec le DPPH (IC 50 = 0.56) Ceci s’explique par la prés<strong>en</strong>ce des composés<br />
phénoliques dans les extraits polaires, dont l’activité antiradicalaire a été largem<strong>en</strong>t étudiée<br />
[16].<br />
Il faut cep<strong>en</strong>dant noter que cet extrait méthanolique n’ayant pas été débarrassé de leur<br />
sucre, il se pourrait que l’activité pot<strong>en</strong>tielle soit masquée, ce ci explique un effet<br />
légererem<strong>en</strong>t antiradicalaire.<br />
125
Chapitre III<br />
Référ<strong>en</strong>ce<br />
1. Yuan H. Q., Zuo C. X., Yao X. X. (1992): bao tudies on the chemical constitu<strong>en</strong>ts of<br />
Cynanchum thesioides. Acta pharmaceutica Sinica 27(8) 589-94.<br />
2. Junich K., masanabu A., and yasuka T. (1994) : triterp<strong>en</strong>oid constu<strong>en</strong>ts ficus<br />
thunbergii. Chem. pharm. bull. 42(3) 608-610<br />
3. Serge. M; Dijoux. F; Anne. M. M. (2007): Thèse doctorat.<br />
4. Stanic G., Petricic J, Todoric A, Blazevic N.(1988): Sterols in roots of Mirabilis jalapa L.<br />
Acta pharmaceutica Jugoslavica. 38 255-257.<br />
5. Savona G., Piozzi F., Rodriguez, B., Servettaz, O. (1982): Galangustin, a new flavone<br />
from Galeopsis angustifolia. Heterocycles 19(9) 1581-4.<br />
6. Mabry T. J., Markham K. R., and Thomas M. B. (1970): The Systematic Id<strong>en</strong>tification of<br />
Falvonoids, Springer-verlag, New-York.<br />
7. Agrawal P. K., and Markham K.R. (1989): Carbon-13 NMR of flavonoids. Elsevier.<br />
Amsterdam.<br />
8. Steinegger, M; and Brantsch<strong>en</strong> A. (1959): Pharm. Acta. Helv. 34. 153.<br />
9. Jun Wu; Si Z., Qiang X., Qingxin L., Jianshe H., Lijuan L., Liangmin H. (2003):<br />
Ph<strong>en</strong>ylethanoid and aliphatic alcohol glycosides from Acanthus ilicifolius.<br />
Phytochemistry 63 491–495.<br />
10. Yu-Tse W., Lie-Chw<strong>en</strong> L., Jung-Sung S., Tung-Hu T. (2006): Determination of<br />
acteoside in Cistanche deserticola and Boschniakia rossica and its pharmacokinetics in<br />
freely-moving rats using LC–MS/MS. Journal of Chromatography B, 844 89–95.<br />
11. Ow<strong>en</strong>a R.W., Haubnera R., , Mierb W. A. Giacosac W.E. Hulld,. Spiegelhaldera B.,<br />
Bartscha H. (2003): Isolation, structure elucidation and antioxidant pot<strong>en</strong>tial of the<br />
major ph<strong>en</strong>olic and flavonoid compounds in brined olive drupes. Food and Chemical<br />
Toxicology 41 703–717.<br />
12. Helle R., Sansei N., Michiko S., and Lx X. (1990): Ph<strong>en</strong>olic compounds from<br />
plantago asiatica. Phytochemistry, 29 3627-3631.<br />
13. Nacef S., Tekaya K. A., B<strong>en</strong> jannet H., Mighri Z. (2008): Id<strong>en</strong>tification de phytosterols,<br />
d’un acide triterp<strong>en</strong>ique, d’un o-heteroside et d’une coumarine dans la partie aeri<strong>en</strong>ne<br />
de la plante convolvulus dorycnium l. poussant <strong>en</strong> tunisie. J.Soc.Alger.Chim., 18(2)<br />
159-171.<br />
14. Marzi L., Cowper L., Takei Y., Lindert K., Lamasters J.J., and Thurman R.G. (1990):<br />
Methyl palmitate prev<strong>en</strong>ts Kuppffer cell activation and improves survival after orthopic<br />
liver transplantation in the rat. Transplant. Int ., 4 215-220<br />
126
Chapitre III<br />
15. Keita R. M. (2002): Etude de l’activité antifongique et antibactéri<strong>en</strong>ne de 14 plantes<br />
utilisées dans le traitem<strong>en</strong>t des I.S.T. Thèse de pharmacie, Bamako, 130 p<br />
16. Cu<strong>en</strong>det, M., Hostettmann, K., Potterat, O. (1997): Iridoid glucosides with free radical<br />
scav<strong>en</strong>ging properties from Fagraea blumei. Helvetica Chimica Acta 80 1144-1151.<br />
127
CONCLUSION GENERALE
CONCLUSION GENERALE<br />
CONCLUSION GENERALE<br />
L’objet de notre étude a porté sur l’étude phytochimique de la plante Scorsonera<br />
undulata , ainsi que sur l’évaluation de l’activité antioxydant de l’extrait apolaire et<br />
polaire.<br />
L’étude bibliographique préalable réalisée sur espèce a montré que l’on disposait que de<br />
peu d’information de nature chimique et/ou biologique. Au cours de nos travaux, nous<br />
avons isolé les métabolites secondaires majoritaires d’espèce Scorsonera.<br />
La méthodologie de purification a été ess<strong>en</strong>tiellem<strong>en</strong>t fondée sur la combinaison<br />
de différ<strong>en</strong>tes méthodes chromatographiques solides-liquides sur différ<strong>en</strong>ts supports<br />
(chromatographie sur couche mince, chromatographie sur colonne ouverte,<br />
Chromatographie liquide sous vide, Chromatographie liquide à moy<strong>en</strong>ne pression<br />
(MPLC), chromatographie par filtration sur le gel de Sephadex LH-20 et<br />
chromatographie liquide de haute performance).<br />
La détermination structurale des métabolites secondaires isolés a été réalisée<br />
grâce à l’utilisation de techniques physicochimiques et spectroscopiques incluant la<br />
spectroscopie ultraviolette (UV), la spectroscopie de masse (SM) et la spectroscopie de<br />
résonance magnétique (RMN). En ce qui concerne la spectrométrie de masse, des<br />
techniques telles que l’ionisation électronique, l’ionisation chimique et les techniques de<br />
haute résolution ont r<strong>en</strong>du possible la détermination du poids moléculaire ainsi que la<br />
formule brute des métabolites secondaires isolés. Pour la spectroscopie RMN, les<br />
techniques monodim<strong>en</strong>sionnelles ( 1 H, 13 C, DEPT 135) et bidim<strong>en</strong>sionnelles (COSY, nOe<br />
différ<strong>en</strong>tielle, HSQC, HMBC) auxquelles nous avons fait appel, nous ont permis de<br />
réaliser la détermination structurale définitive et sans équivoque de la plupart des<br />
métabolites secondaires isolés. La spectroscopie UV permis de confirmé la structure de<br />
flavonoïde et de coumarine. l’HPLC analytique, a été utilisé pour étudiée les différ<strong>en</strong>ts<br />
fractions d’extraits polaire.<br />
L’étude phytochimique des racines de Scorsonera undulata a permis d’isoler<br />
pour la première fois dans le g<strong>en</strong>re de Scorzonera deux composés: Galangustin et<br />
Actéoside et six autres composés un coumarine cinq triterpènes a été id<strong>en</strong>tifié et deux<br />
autres est <strong>en</strong> cours de l’id<strong>en</strong>tification (flavonoide et triterpène).<br />
• Acétate de β amyrine<br />
128
CONCLUSION GENERALE<br />
• methyl Oleanate<br />
• methyl Ursolate<br />
• β-Stigmasterol<br />
• β-Sitosterol<br />
• Coumarin-O-glycoside<br />
Pour les huiles ess<strong>en</strong>tielles malheureusem<strong>en</strong>t les produits majoritaires sont des acides gras<br />
avec bi<strong>en</strong> sur des sesquiterpènes et les hydrocarbures.<br />
L’activité antioxydante de l’extrait apolaire est inactif par contre l’extrait polaire<br />
est légèrem<strong>en</strong>t actif. L’activité antimicrobi<strong>en</strong>ne des huiles est légèrem<strong>en</strong>t actif.<br />
129
الملخص<br />
هذا العمل المنجز لدراسة المواد الفعالة في نبات Scorsonera Undulata و قد تم فصل ثمانية مرآبات اثنان منها<br />
تفصل لأول مرة في الجنس . Galangustin et Acteoside<br />
التعرف على المرآبات بواسطة مطياف الكتلة و مطياف<br />
آما تم التطرق إلى دراسة الزيوت الأساسية أيضا .و تم<br />
الرنين المغناطيسي ) 2D ,1D) . الفعالية البيولوجيا<br />
IC 50 للمستخلص القطبي تساوي = 0.56 (DPPH)<br />
الكلمات المفتاح : Asteraceae Scorzonera undulata ssp deliciousa (Guss.) Maire,<br />
Galangustin, Actéoside, Huiles ess<strong>en</strong>tielles, Activité antioxydante.<br />
Summary<br />
From the shade-dried and powdered roots of S. undulata ssp. deliciosa eight known<br />
compounds; β-Amyrin acetate, methyl Oleanate, methyl Ursolate, Stigmasterol, β-Sitosterol,<br />
Galangustin, Coumarin-O-β-glycoside and Acteoside were isolated. Their structures were<br />
elucidated on the basis of ext<strong>en</strong>sive spectroscopic analysis, including 1D and 2D NMR,<br />
chemical transformation and comparison with the related known compounds. This is the first<br />
report of occurr<strong>en</strong>ce of these compounds in S. undulate ssp. deliciosa. The methanol extract of<br />
the roots of S. undulata ssp. Deliciosa was examined for in vitro antioxidant properties using<br />
DPPH test (radical scav<strong>en</strong>ging). For ess<strong>en</strong>tial oils the majority products are fatty acids and<br />
Sesquiterp<strong>en</strong>es.<br />
Key Words: Asteraceae, Scorzonera undulata ssp. deliciousa (Guss.) Maire, Galangustin,<br />
Actéoside, ess<strong>en</strong>tial oils, antioxidant activities.
Résumé<br />
Ce travail est consacré à l’étude phytochimique des racines de Scorzonera undulata ssp.<br />
deliciousa (Guss.) de la famille des Asteraceae. Huit composés ont été isolés, dont deux pour<br />
la première fois du g<strong>en</strong>re de Scorzonera: Galangustin et Actéoside. Cette étude a permis<br />
l’isolem<strong>en</strong>t par les méthodes chromatographiques. La détermination des structures ont été<br />
élucidées par les méthodes spectroscopies (RMN, Masse et UV).<br />
les produits majoritaires des huiles ess<strong>en</strong>tielles<br />
sesquiterpènes.<br />
sont des acides gras acides et des<br />
Mots clés : Asteraceae, Scorzonera undulata ssp. deliciousa (Guss.) Maire, Galangustin,<br />
Actéoside, Huiles ess<strong>en</strong>tielles, Activité antioxydant.