THESE DOCTORAT en SCIENCES VALORISATION ET ...

REPUBLIQUE ALGERIENNE DEMOCRATIQUE ET POPULAIRE 

MINISTERE DE L'ENSEIGNEMENT SUPERIEUR ET DE LA RECHERCHE SCIENTIFIQUE 

N° d'ordre:………….. 

Série: ………………. 

UNIVERSITE MENTOURI-CONSTANTINE 

FACULTE DES SCIENCES 

DEPARTEMENT DE CHIMIE 

THESE 

PRESENTEE A L'UNIVERSITE MENTOURI- CONSTANTINE 

POUR L'OBTENTION DU TITRE DE 

DOCTORAT en SCIENCES 

SPECIALITE: CHIMIE ORGANIQUE 

OPTION: PHYTOCHIMIE 

Présenté par 

Brahim Harkati 

THEME 

VALORISATION ET IDENTIFICATION STRUCTURALE DES 

PRINCIPES ACTIFS DE LA PLANTE DE LA FAMILLE 

ASTERACEAE: Scorzonera Undulata. 

Soutenue le 17 janvier 2011 

Devant la commission d'examen: 

K. Medjroubi Prof. Université Mentouri, Constantine Président 

S. Akkal Prof. Université Mentouri, Constantine Rapporteur 

M-G. Dijoux-Franca Prof. Université de Lyon, France Co-encadreur 

N. Ghuerraf MC Université larbi ben M'hidi, Oum El- Bouaghi Examinateur 

D. Harzallah Prof Université Ferhat Abbas, Sétif Examinateur

Dédicace 

Cette thèse est dédiée à : 

A la mémoire de ma mère 

A mon père 

A ma femme et mes enfants

Remerciements 

Je tiens tout d’abord à remercier mon directeur de thèse, Monsieur le Professeur 

AKKAL Salah pour m’avoir accueilli au sein de son groupe de recherche et permis de faire 

mon travail de thèse dans l’environnement stimulant d’un groupe de recherche très 

dynamique. Je le remercie également de m’avoir donné la possibilité de présenter mes 

résultats dans une publication scientifique. 

J’ai eu la chance et aussi le plaisir d’effectuer ce travail de recherche dans le laboratoire 

de Botanique et Pharmacognosie, faculté de médecine et pharmacie de Lyon France dirigé par 

le professeur M-Geneviève Dijoux-Franca. Je tiens à lui exprimer mes sincères 

remerciements pour m’avoir accueilli au sein du laboratoire de pharmacognosie, pour m’avoir 

fait confiance et m’avoir permis de réaliser ce travail dans de meilleures conditions tout en me 

laissant une grande liberté, pour son soutien et sa grande générosité. Je le remercie également 

d’avoir accepté de faire partie de mon jury de thèse. 

Mes vifs remerciements vont également à Monsieur le professeur Kamel Medjroubi de 

l’Université Mentouri de Constantine pour le grand honneur qu’il nous a fait en acceptant de 

présider le jury de ma soutenance de thèse de doctorat. 

J’aimerais également remercier Monsieur le Professeur D. Harzallah de l’Université de 

Sétif pour avoir accepté de faire partie de mon jury de thèse. 

J’adresse également mes remerciements à Monsieur Nour-eddinne Gherraf Maître de 

conférences à l’Université de Oum El Bouaghi pour avoir accepté de juger ce travail. 

Je remercie sincèrement Monsieur le Professeur Hocine Laouar de l’Université de Sétif 

pour l’identification du matériel végétal. 

Je remercie sincèrement madame Christine bayat ingénieur du laboratoire de Botanique 

et Pharmacognosie de la faculté de médecine et pharmacie de Lyon, qui m’a guidé tout au long 

de ce travail travail au laboratoire de pharmacognosie Lyon. Recevez ici l’expression de ma 

profonde gratitude.

Je remercie également Monsieur Floriant bellevert ingénieur du laboratoire de 

pharmacognosie de Lyon pour la réalisation des huiles essentielles. 

. Je remercie également tous les membres du laboratoire de Lyon pour leur soutien et 

les facilités accordées pour la réalisation de ce travail : Monsieur le Maître de conférences 

Joël, Monsieur le Dr Serge et Madame Monique et Darbour 

J’exprime également mes remerciements à mes collègues de laboratoire qui participent 

au bon fonctionnement du laboratoire, avec lesquels il est possible d’échanger conseils et 

informations, et qui assurent une atmosphère agréable de travail : Noufou, Zabat, Safa, 

stéphane et Michelle.

Sommaire 

Introduction générale ……………………………………………….. 1 

Référence …………………………………………………………….. 3 

Chapitre I 

I Etude botanique ……………………………………………………… 4 

I.1 Caractère généraux des Astéracées …………………………………… 4 

I.1.2 Appareil reproductif …………………………………………………... 4 

• L’inflorescence …………………………………………………...….. 4 

• La fleur ……………………………………………………………….. 5 

• Fruits ………………………………………………………………….. 5 

• Graine ……………………………………………………………….... 5 

I.1.3 Classification des Astéracées …………………………………………. 5 

I. 2 

Travaux antérieurs et principaux métabolites secondaires isolés 

du genre Scorsonera 

6 

I. 2.1 Triterpènes ………………………………………………………......... 6 

I. 2.2 Les flavonoïdes ………………………………………………………. 08 

I. 2.3 Les coumarines ……………………………………………………….. 10 

I. 2.4 Les sesquiterpènes ………………………………………………......... 11 

I. 2.5 Divers ……………………………………………………………......... 12 

I. 2.6 Les huiles essentielles ………………………………………………… 13 

I. 3 Les terpènes …………………………………………………………... 14 

I. 3.1 Généralités ………………………………………………………......... 14 

I. 3.2 Classification …………………………………………………………. 14 

I. 3.2.1 Hémiterpènes ……………………………………………………......... 14 

I. 3.2.2 Monoterpènes ……………………………………………………........ 14 

I. 3.2.3 Sesquiterpènes …………………………………………....................... 14 

I. 3.2.4 Diterpènes …………………………………………………………….. 15 

I. 3.2.5 Triterpènes ………………………………………………………......... 16 

I. 3.2.5.1 Introduction …………………………………………………………... 16 

I. 3.2.5.2 Biosynthèse des triterpènes …………………………………………... 18 

I. 3.2.5.3 Intérêts des triterpènes ………………………………………………... 22 

I. 3.2.6 Tetraterpènes…………………………………………………………... 22 

I. 3.2.7 Polyterpènes…………………………………………………………… 22 

I.4 Les flavonoïdes ……………….…………………………………......... 22 

I.4.1 Variation de la structure de l’élément centrale en C 3 des flavonoïdes 23 

I.4.2 Intérêt des flavonoïdes …………………………………………….….. 25 

I.4.3 Analyse structurale des flavonoïdes ………………………………….. 26 

I. 4.3.1 Spectroscopie UV-Visible ………………………………………..…... 26 

I.4.3.2 

Résonance Magnétique Nucléaire (R. M. N) 

……………………...…... 

28 

I.4.3.2. a R. M. N. du proton ………………………………………………...….. 28 

I.4.3.2. b Analyse des signaux provenant des protons de la partie osidique 29 

I.5 Coumarine ……………………………………………………………. 29 

I.5.1 Classification …………………………………………………………. 29 

I.5.1.1 Coumarines simples ……………………………………………….….. 30 

I.5.1.2 Furanocoumarines …………………………………………………….. 30 

I.5.1.3 Pyranocoumarines …………………………………………………….. 31

I.5.1.4 Dicoumarines ……………………………………………………...….. 32 

I.5.1.5 Tricoumarines ……………………………………………………..….. 32 

I.5.2 Biosynthèse des coumarines ………………………………………….. 33 

I.5.3 Intérêt des coumarines …………………………………………….….. 36 

I.6 Les huiles essentielles …………………………………………….…... 37 

I.6.1 Procède classique d’extraction des huiles essentielles…………….….. 37 

I.6.2 Production des huiles essentielle : l’hydrodistillation…………….…... 38 

I.6.4 Principales structures chimiques des huiles essentielles………….…... 39 

I.6.5 

Analyse chromatographique et identification des constituants dans un 

mélange 

42 

I.6.6 Les huiles essentielles et leur activité anti-microbienne…………......... 43 

I.7 Activité antiradicalaire sur DPPH…………………………………….. 44 

Référence …………………………………………………………….. 45 

Chapitre II 

II Etude phytochimique de Scorzonera Undulata………….................. 52 

II.1 Introduction …………………………………………………………… 52 

II.1.2 Position systématique ……………………………………………........ 52 

II.1.3 Synonymie du Scorsonera Undulata …………………………………. 53 

II.1.4 Description de la plante Scorsonera Undulata ………………………. 53 

II.1.5 Air géographique …………………………………………………….. 53 

II.1.6 Utilisation traditionnelle de Scorzonera Undulata …………………… 55 

II.2 Travaux personnels …………………………………………………… 55 

II.2.1 Récolte de la plantes Scorsonera Undulata ………………………….. 55 

II.2.2 Extraction des racines de Scorsonera Undulata …………………....... 55 

II.2.3 Fractionnement et Séparation Grossière de L’extrait DCM ………….. 55 

II.2.4 Étude de la fraction su14b ……………………………………………. 57 

II.2.4 .1 Colonne ouverte pour la faction SU14b………………………………. 57 

II.2.5 Etude de la fraction SU15e …………………………………………. 60 

II.2.6 Etude de la fraction SU14d …………………………………………. 61 

II.2.6 Etude de la fraction SU14g………………………………………….. 61 

II.2.7 Etude l'extrait méthanolique ………………………………………….. 62 

II.2.7.1 Chromatographie liquide à haute performance (HPLC)………………. 63 

II.2.7.1 Purification de l’extrait MeOH ……………………………………….. 64 

II.2.7.1.a. Purification par colonne ………………………………………………. 64 

II.2.7.2 Etude la fraction SU49a ………………………………………………. 65 

II.2.7.3 Etude de la fraction SU50 n …………………………………………... 66 

II.2.7.4 Etude de la fraction SU49e …………………………………………… 67 

II.2.8 Détermination des huiles essentielles dans Scorsonera Undulata 67 

II.2.8.1 Mode opératoire …………………………………………………......... 68 

II.2.8.2 Analyse par spectrométrie de masse.………………………………….. 69 

II.2.9 Activité antioxydant ………………………………………………….. 71 

II.2.9.1 Technique …………………………………………………………….. 72 

II.2.9.2 Résultats …………………………………………………………......... 73 

II.2.10 Activité microbienne …………………………………………………. 76 

II.2.10.1 Préparation des dilutions des huiles essentielles…………………........ 76 

II.2.10.2 Ensemencement de la souche bactérienne…………………………….. 76 

II.2.10.2 Ensemencement de la souche bactérienne…………………………….. 76 

II.2.10.3 Teste de l’activité inhibitrice………………………………………….. 76

Référence ……………………………………………………………... 78 

Chapitre III 

III Détermination structurale des composés isolés ……………………… 80 

Appareillage…………………………………………………………… 80 

III.1 le composé SU 23a …………………………………………………… 81 

III.2 le composé SU 37a …………………………………………................ 91 

III.3 le compose SU50i ……………………………………………………. 95 

III.4 le composé SU56C …………………………………………………… 101 

III.5 le compose SU 70a …………………………………………................ 110 

III.6 le compose SU 28C …………………………………………………... 120 

III.7 Interprétation des huiles ………………………………………………. 123 

III.7.1 Etude comparative ……………………………………………………. 124 

III.7.2 Test antibactérien sur Escherichia coli………………………………... 124 

III.8 Interprétation de l’activité biologique………………………………… 125 

Référence……………………………………………………………… 126 

Conclusion générale………………………………………….............. 128

Abréviations et symboles 

1, 2, … Symboles utilisés pour les composés mentionnés 

dans la littérature 

SU 23, 37 

Symboles utilisés pour les composés identifiés 

dans cette étude 

MeOH 

Méthanol 

DMSO 

CDCl3 

TFA 

GC-MS 

Diméthylsulfoxyde 

Chloroforme deutérié 

acide trifluoroacétique 

chromatographie gazeuse coupleé à la 

spectrométrie de masse 

SM 

EI 

uma 

UV 

RMN 

RMN 1 H 

RMN 13 C 

DEPT 135 

HMQC 

HMBC 

COSY 

Et al. 

CCM 

ppm 

δ 

nm 

Hz 

J 

s 

d 

dd 

m 

Spectroscopie de masse 

impact électronique 

Unité de masse atomique 

Ultraviolet 

Résonance Magnétique Nucléaire 

Spectre Résonance Magnétique Nucléaire du 

proton 

Spectre Résonance Magnétique Nucléaire de 

carbone 13 

Spectre de carbone 13 réalisé en Distortionaless 

Enhancement by Polarisation transfer 

Heteronuclear multiple Quantum Corrélation 

Heteronuclear multiple Bond Connectivity 

Spectroscopie de corrélation 

Et autre auteurs 

Chromatographie sur couche mince 

Partie par million 

Déplacement chimique 

Nanomètre 

Hertz 

Constante de couplage 

Singulet 

Doublet 

Doublet des doublets 

Multiplet

t 

HPLC 

MPLC 

VLC 

RP18 

Triplet 

chromatographie liquide haute performance 

chromatographie moyen pression 

chromatographie liquide sous vide 

Silice greffée 

CI 50 Concentration inhibitrice 50 % 

DPPH 

Rf 

I 

HE 

NADPH 

IPP 

Na 

1-1 Diphényl 2- Picril Hydrazine 

Rapport frontal 

indice de Kovats 

huile essentiel 

nicotinamide adénine dinucléotide phosphate 

isopentényl diphosphate 

sodium

Introduction générale

Introduction générale 

Introduction 

Dans le règne végétal, les métabolites secondaires jouent des rôles écologiques 

importants, notamment en contribuant aux phénomènes de communication et de défense. 

Depuis l’antiquité, quelques caractéristiques des principes actifs étaient connues pour 

l’homme et certaines épices ont été utilisées pour leurs particularités de parfum, leur saveur et 

leur effet de conservateur Bauer et al [1]. L’exploitation de ces composés s’effectuait sous 

forme d’huiles extraites de plantes (huiles essentielles) par le moyen de la distillation, cette 

technique étant employée en Inde et Perse il y a plus de 2000 ans [2]. 

La majorité des populations ont recours à des plantes médicinales pour se soigner, par 

manque d’accès aux médicaments prescrits par la médecine moderne mais aussi parce que ces 

plantes ont souvent une réelle efficacité. Aujourd’hui, le savoir des tradipraticiens est de 

moins en moins transmis et tend à disparaître. C’est pour cela que l’ethnobotanique et 

l’ethnopharmacologie s’emploient à recenser, partout dans le monde, des plantes réputées 

actives et dont il appartient à la recherche moderne de préciser les propriétés et valider les 

usages Pelt [3]. La recherche de nouvelles molécules doit être entreprise au sein de la 

biodiversité végétale en se servant de données ethnopharmacologiques. Cette approche permet 

de sélectionner des plantes potentiellement actives et d’augmenter significativement le 

nombre de découvertes de nouveaux actifs [4]. 

L’Algérie, pays connu par ces ressources naturelles, dispose d’une flore 

singulièrement riche et variée. On compte environ 3000 espèces de plantes dont 15% 

endémique et appartenant à plusieurs familles botaniques [5]. 

L’objectif de mon travail de thèse consiste à la valorisation de la flore de la région 

aride de l’Est Algérien, par la recherche des composés qui peuvent trouver une utilisation 

thérapeutique. Pour cela, une plante, de la famille Asteraceae, a fait l’objet d’une étude 

phytochimique : scorzonera undulata 

Ce travail sera présenté comme suit : 

L’état des connaissances bibliographiques botaniques et phytochimiques sur le 

genre Scorzonera et leur famille Asteraceae sera présenté dans un premier chapitre 

1


Dans un deuxième chapitre, nous aborderons un aperçu général sur les composés 

terpéniques, notamment, les triterpènes et les flavonoïdes 

Le troisième chapitre sera consacré au travail personnel consistant en la séparation 

et la purification des composés obtenus. Nous présenterons également dans ce chapitre une 

activité antioxydante d’extrait apolaire et polaire et une activité antimicrobienne des huiles 

essentielles. 

L’interprétation des résultats et la détermination structurale des composés isolés 

seront détaillées dans le quatrième chapitre. 

résultats obtenus. 

Enfin, une conclusion générale qui portera sur une lecture attentive des différents 

2


Références 

1. Bauer, K., D. Garbe, and H. Surburg. 2001. Common Fragrance and Flavour Materials: 

Preparation, Properties and Uses Wiley-VCH,, Weinheim 

2. Guichard, E. 2002. Interactions between flavor compounds and food ingredients and 

their influence on flavor perception. Food Reviews International 18: 49-70. 

3. Amélie, L (2007). Contribution a l’étude phytochimique de quatre plantes malgaches 

4. Pelt J.M. (2001) Les nouveaux actifs naturels. Marabout. Paris 

. 

5. Gaussen H., and Leroy H. F., (1982). Précis de botanique, végétaux supérieurs, 2eme 

Ed., 426. 

3

Chapitre I

Chapitre I 

I ETUDE BOTANIQUE 

I.1 Caractère généraux des Asteraceae 

Le mot « Aster » du grec signifie étoile, en relation avec la forme de la fleur. 

Les Asteraceae (anciennement appelées Composées) sont une famille appartenant aux 

Dicotylédones comprenant plus de 1500 genres et plus de 25000 espèces décrites dont 

750 endémiques, C'est une des familles la plus importante des Angiospermes. Ce sont 

presque toujours des plantes herbacées avec souvent des racines charnues : 

rhizomateuses, tubéreuses ou pivotantes [1]. 

Cette famille présente des caractères morphologiques divers : herbes annuelles 

ou vivaces, plus rarement des arbustes, arbres ou plantes grimpantes et quelques fois, 

plantes charnues [2]. Bien que généralement ce soit des plantes herbacées à feuilles 

isolées [1]. L'aspect de l’appareil végétatif est trop variable pour caractériser les 

Asteraceae sur ce seul critère. En revanche, cette famille est très homogène au niveau de 

ses inflorescences très caractéristiques : le capitule. 

Le fruit est un akène généralement surmonté d’un pappus provenant du calice. 

I.1.2 Appareil reproductif 

• L’inflorescence 

L’inflorescence des Asteraceae est le capitule. 

Un capitule comprend un réceptacle plan ou plus moins bombé sur lequel sont insérés de 

l'extérieur vers l'intérieur, en ordre spirale : 

- D’abord des bractées stériles vertes (parfois écailleuses, à crochets ou épineuses) 

formant un involucre. 

- Ensuite des petites bractées fertiles non vertes ou paillettes, axillant chacune une 

fleur.L’ensemble forme une inflorescence composée, d’où l’ancien nom de la famille. 

Les capitules sont parfois isolées (pâquerette), mais, plus généralement ils sont à leur 

tour diversement regroupés : 

- en grappe, en épi, en cyme, ou encore en corymbe chez le groupe des Radiées, voire en 

capitule. 

4

Chapitre I 

Figure [I.1] : Inflorescence en capitule. 

• La fleur 

Les fleurs sont donc regroupées en capitules qui peuvent compter plusieurs 

centaines de fleurs. Les capitules sont parfois réduits à quelques fleurs (genre Achillea) 

voire, exceptionnellement à une seule fleur (genre Echinops) [2]. 

Les fleurs sont sessiles, axillées par une bractée mère. 

Le calice est très réduit. 

Ces fleurs, à pétales soudées, peuvent être tubuleuses (on parle de fleurons) 

ligulées (on parle de demi-fleurons) ou très rarement bilabiées. 

Il y a 5 étamines dont les anthères sont soudées en tubes (androcée synanthérée). 

L'ovaire, formé de 2 carpelles est uniloculaire et ne possède qu'un ovule. 

• Fruits 

Ce sont des akènes (fruits secs indéhiscents uniséminés) possédant, le plus 

souvent, un pappus provenant du développement du calice après la fécondation. 

• Graines 

Elles sont exalbuminées. 

I.1.3 Classification des Asteraceae 

On distingue quatre sous familles [2]: 

• Tubuliflores ou carduacées 

• Liguliflores ou chicoracées 

• Labiactiflores 

• Radiées ou corymbifére 

5

Chapitre I 

Tableau [I.1] : Classification des Asteraceae [3]. 

I. 2.1 Triterpènes 

Les espèces du genre Scozonera renferment des triterpenoïdes en particulier à squelette 

tétracyclique telle que: β-sitosterol, β-D-glucopyranoside, (3 β, 22E)-stigmasta-5,22-dien-3- 

yl, stigmasta-5,22-diene, stigmasterol 3-O-β-glucoside,…. Des triterpènes à squelette 

SOUS- 

FAMILLE 

TUBULIFLORES LIGULIFLORES LABIATIFLORES 

RADIEES 

Capitules homogames homogames 

Fleurs 

Tubuleuses +/- 

Fleurons 

Ligulées à 5 dents 

Demi-Fleurons 

homogames ou 

hétérogames 

Bilabiées en 

périphérie 

Tubuleuses au 

centre ou seulement 

Bilabiées 

hétérogames 

Ligulées à 3 dents 

à la périphérie, 

tubuleuses au 

centre 

Libre interne non non non non 

Canaux 

sécréteur 

Dans l’endoderme 

dédoublé 

non 

non 

Dans l’endoderme 

dédoublé 

Lactifères 

Cellules 

sécrétrices isolée 

non 

Dans le liber de la 

tige 

Articulés, en 

réseau 

non 

non 

non non non 

Canaux oléifère oui oui oui oui 

I. 2 Travaux antérieurs et principaux métabolites secondaires isolés du genre 

Scorsonera 

Le genre Scorsonera fait partie de la famille Asteraceae dont les représentants, de part 

leur intérêt économique et thérapeutique, ont fait l’objet de nombreuses études 

phytochimiques. Néanmoins, vu le nombre d’espèces non encore étudiées, ce genre constitue 

encore une source importante des produits naturels tel que les terpènes, les coumarines, les 

flavonoïdes et d’autres métabolites secondaires tels que, les sesquiterpènes etc…. Voici 

quelques exemples de molécules des principales classes de métabolites secondaires dans le 

genre Scorsonera. 

6

Chapitre I 

pentacyclique sont également présents dans le genre de scozonera tel que: lup-20(29)-en-3-ol, 

acide oléan-12-én-28-oïque. 

Les composés terpéniques (tableau I.2) ont été également isolés des plantes : S. columnae, 

tomentosa, hispanica …etc 

Tableau [I.2] : Triterpènes tétracycliques et pentacycliques de quelques espèces du genre 

Scorzonera. 

Plante Structure Réf 

Et 

O 

Me 

Me 

H 

pr-i 

Me 

H 

Me 

Scorzonera 

columnae 

HO 

Me 

H 

H 

HO 

Me 

Me 

H 

H 

Me 

Me 

4 

1 Stigmast-5-en-3 β -ol 

Et 

2 Lup-20(29)-en-3 β -ol 

O 

Scorzonera 

tomentosa 

HO 

HO 

O 

Me 

H 

Me 

Me 

H 

H 

pr-i 

H 

Me 

Me 

H 

Me 

Me 

HO 

O 

OH 

3 Stigmasta-5,22-diene, 3 β -( β -D- 

glucopyranosyloxy)- 

Et 

AcO 

Me 

Me 

4 Lup-20(29)-en-3 β -ol, acetate 

O 

5 

Me 

Me 

H 

pr-i 

Me 

H 

Me 

Me 

H 

H 

Me 

HO 

H 

HO 

Me 

Me 

H 

Me 

Scorzonera 

hispanica 


Me 

Me 

2 Lup-20(29)-en-3 β -ol 

Me 

Et 

pr-i 

HO 

Me 

H 

HO 

Me 

Me Me H 

CO 2H 

H 

Me 

H 

5 Olean-12-en-28-oic acid, 3 β - 

hydroxy- 

Me 

HO 

HO 

OH 

O 

O 

Me 

6 β -D-Glucopyranoside, (3β)- 

stigmast-5-en-3-yl 

H 

H 

6 

7

Chapitre I 

Et 

Me 

Me 

H 

pr-i 

Me 

Me 

H 

Et 

pr-i 

Me 

H 

Me 

H 

H 

H 

HO 

HO 

7 Stigmasta-5,22-dien-3-ol, 

(3β,22E)- 


CH 2 OH 

R 

Scorzonera 

mongolica 

R= 

O 

O 

7 

8 3β-tetradecanoyloxy-28-hydroxylolean-18-ene 

O 

R= 

O 

9 3 β -dodecanoyl-28-hydroxylolean-18-ene 

I. 2.2 Les flavonoïdes 

Les flavonoïdes sont des composés phénoliques moins répandus dans ce genre. Ils sont 

présents dans presque tous les organes de la plante (racines, fleurs, tiges et jouent un rôle 

8

Chapitre I 

important dans le système de défense comme antioxydants. Chez le genre Scorsonera, 

les flavonoïdes sont surtout représentés comme flavones et flavonols. 

Tableau [I.3] : Structures chimiques des flavonoïdes isolés de quelques espèces du genre 

Scorsonera. 


HO 

OH 

OH 

OH 

OH 

OH 

OH 

OH 

O 

OH 

O 

10 Quercétine 

11 Luteoline 

OH 

Scorzonera 

columnae 

OH 

HO 

O 

OH 

4 

HO 

OH 

OH O 

12 Apigenine 

OH 

HO 

HO 

O 

R 

S 

O 

S 

R 

OH 

R 

O 

13 Quercetine 3-(6-E-p-coumaroyl-β-Dglucopyranoside) 

O 

O 

OH 

OH 

Scorzonera 

austriaca 

HO 

OH 

O 

O 

OH 

O 

HO 

O 

OAC 

OH 

CH 2 O 

O 

C 

H 

H 

C C OH 

8 

14 luteolin 3′-(6-E-p-coumaroyl-β-D-glucopyranoside) 

9

Chapitre I 

I. 2.3 Les coumarines 

Les coumarines sont très répandues dans le genre Scorzonera, on les trouve sous 

forme de coumarines simples et pyrano-coumarines ainsi que de dimères de coumarines 

avec liaisons C-C ou éther [9]. 

Tableau [I.4] : Les coumarines isolées de quelques espèces du genre Scorzonera. 


OH 

O 

OH 

OH 

Scorzonera 

tomentosa 

O 

O 

OH 

O 

10 

OMe 

O 

15 1H-2-Benzopyran-1-one, 3-[4-(β- 

D-glucopyranosyloxy)phenyl]- 

3,4- dihydro-8-methoxy-, (3S)- 

OH 

OMe 

O 

16 1H-2-Benzopyran-1-one, 3,4- 

dihydro-3-(4-hydroxyphenyl)- 

8-methoxy- 

OCH 3 

OCH 3 

HO 

HO 

O 

O 

HO 

O 

O 

O 

HO 

OH 

O 

OH 

H 

Scorzonera 

cretica 

17 1H-2-Benzopyran-1-one, 3,4- 

dihydro-6,8-dihydroxy-3-(4- 

methoxyphenyl)- 

18 1H-2-Benzopyran-1-one, 8- 

(β-D-glucopyranosyloxy)-3,4- 

dihydro-6-hydroxy-3-(4- 

methoxyphenyl)-, 

11 

HO 

OH 

OCH 3 

HO 

H 3C 

O 

HO 

O 

O 

HO 

HO 

O 

OH 

H 

O 

19 1H-2-Benzopyran-1-one, 8-[[6-O-(6-deoxy-α-L-mannopyranosyl))- β 

-D-glucopyranosyl] oxy]-3,4-dihydro-6-hydroxy-3-(4- 

methoxyphenyl)- 

O 

Scorzonera 

austriaca 

O 

O 

8 

20 Daphnetin 

10

Chapitre I 

I. 2.4 Les sesquiterpènes 

Les sesquiterpènes constituent un groupe de substances naturelles très 

importantes dans le genre de Scorzonera ayant une large variété d’activités biologiques. 

Ils ont possèdent des propriétés ; neurotoxique [12], anti-inflammatoire [13], antileucémique 

[14], antifungique [15], anti-tumoral [16]. 

Tableau [I.5] : Les sesquiterpènes isolées de quelques espèces du genre Scorzonera. 


O 

Scorzonera 

austriaca 

HO 

Me O 

H 

R 

R 

S R 

H 

R 

H 

H 2C 

H 

R 

S 

Me 

OH 

17 

21 Azuleno[4,5-b]furan-2(3H)-one, decahydro-3,8-dihydroxy-3,9- 

dimethyl-6- methylene- 

H 2 C 

O 

O 

Me 

CH 2 

HO 

O 

O 

18 

Scorzonera 

hispanica 

HO 

22 Azuleno[4,5-b]furan-2(3H)-one, -(β-Dglucopyranosyloxy)decahydro-3- 

methyl-6,9-bis(methylene)-, 

H 2C 

OH 

CH 2 

OH 

O 

H2 C 

O 

H 

R 

S 

H 

S 

R 

H 

HO 

HO 

H 

R 

R 

O 

R 

S 

S 

CH 2 

H 

O 

R 

OH 

19 

23 Azuleno[4,5-b]furan-2(3H)-one, 5-(β-Dglucopyranosyloxy)decahydro-3,6,9-tris(methylene)-, 

OH 

11

Chapitre I 

I. 2.5 Divers 

Tableau [I.6] : Les diverses isolées de quelques espèces du genre Scorzonera. 

- 

MeO 

CO 2 H 

E 

OH 

OH 

O 

O 

OH 

Scorzonera 

Tomentosa 

H 

S 

R 

OH 

10 

24 Benzoic acid, 2-[(1E)-2 

-(4-hydroxyphenyl)ethenyl]-6-methoxy 

25 1(3H)-Isobenzofuranone, 7- 

hydroxy-3-[(R)-hydroxy(4- 

hydroxyphenyl)methyl]- 

Scorzonera 

hispanica 

O Me 

Me 

CHO 

Me 

26 2-Heptenal, 2-methyl-6-(4-methyl-2-oxo-3-cyclohexen-1-yl)- 

19 

Scorzonera 

columnae 

O 

CH CH C OMe 

HO 

OH 

27 2-Propenoic acid, 3-(3,4-dihydroxyphenyl)-, methyl ester 

4 

OMe 

OH 

O 

OH 

OMe 

Scorzonera 

hispanica 

HO 

O 

OH 

O 

OH 

OH 

6 

28 β-D-glucopyranoside, 4-[(2R,3S)-2,3-dihydro-3-(hydroxymethyl)-5-[(1E)- 

3-hydroxy-1-propen-1-yl]-7-methoxy-2-benzofuranyl]-2-methoxyphenyl 

12

Chapitre I 

OMe 

OH 

O 

OH 

OMe 

O 

OMe 

O 

OH 

HO 

OH 

OH 

29 β -D-glucopyranoside, 4-[(2R,3S)-2,3-dihydro-3-(hydroxymethyl)-5-[(1E)- 

3-hydroxy-1-propenyl]-7-methoxy-2-benzofuranyl]-2,6-dimethoxyphenyl 

OCH 3 

OCH 3 

Scorzonera 

austriaca 

O 

OH 

O 

OH 

8 

HO 

GLUO 

30 12-Hydroy-desmethoxyyangonin 

31 12-β-d-glucopyranosidedesmethoxyyangonin 

I. 2.6 Les huiles essentielles 

Le genre Scorzonera est connu pour produire des huiles essentielles. 

- Les travaux de Boussaada et al [20] sur la partie aérienne de Scorzonera undulata. 

Ont permis d’identifier une quarantaine de composés tels que le méthyle hexadecanoate 

(30.4%), le méthyle Linolenate (23.9 %), le Heneicosane (12.2 %), le Octadecane (4.4 

%), méthyle Octadecanoate (2.2 %), acide Dodecane (1.7 %), β-Bisabolol (1.2 %), et le 

Benyle Salicylate (1,3 %) sont les plus abondants. On peut conclure que la composition 

chimique de cette huile essentielle est : 

• Hydrocarbure (alcane, alcène, alcool, alddehydes) 23.3 % 

• Terpène 3.4 % 

• Composés aromatiques 60.1 % 

Cette huile essentielle s’est révélée active in vitro contre le champignon 

microscopique. 

- Les composés majoritaires des huiles essentielles dans Scorzonera mongolica sont: 

Hentriacontane (34.75%), A'- neogammacer-22 (29)-en-3β-ol (21.47%) [21]. 

13

Chapitre I 

I. 3 les terpènes 

I. 3.1 Généralités 

Dans le règne végétal, les terpènes sont classés dans la catégorie des métabolites 

secondaires. Leur classification est basée sur le nombre de répétitions de l’unité de base 

isoprène (à 5 atomes de carbone) [22, 23, 24]. A ce jour, avec plus de 30 000 molécules 

identifiées, les terpènes constituent l’une des plus polymorphes et des plus grandes 

familles de composés naturels: hémiterpènes (C 5 ), monoterpènes (C 10 ), sesquiterpènes 

(C 15 ), diterpènes (C 20 ), sesterpènes (C 25 ), triterpènes (C 30 ), tetraterpènes,(C 40 ) et 

polyterpènes. 

I. 3.2 Classification 

I. 3.2.1 Hémiterpènes 

Dans la nature, il existe peu de composés naturels ayant une formule de C 5 

ramifiée; parmi certains composés naturels trouvés chez les plantes qui peuvent être 

considérés comme hémyterpène, seul l’isoprène à toutes les caractéristiques 

biogénétiques des terpènes [25]. 

I. 3.2.2 Monoterpènes 

Les monoterpènes contiennent plus de 900 composés connus se trouvent 

principalement dans 3 catégories structurelles: les monoterpènes linéaires (acyclique), 

les monoterpènes avec un cycle unique (monocycliques) et ceux avec deux cycles 

(bicycliques). Ils résultent d’une fusion typique tête-à-queue des unités d’isoprène [26]. 

I. 3.2.3 Sesquiterpene 

Sesquiterpenoids sont des composés de 15 carbone formée de 3 unités isopérene 

et comme formule moléculaire C 15 H 24 . Ils se trouvent principalement dans les parties 

ariennes des plantes. Comme les monoterpènes, une molécule de sesquiterpène peut être 

acyclique ou contenir 1 à 2 cycles (comme le polygodial), de très nombreuses 

combinaisons sont possibles. Les dérivés des sesquiterpènes obtenus par biochimie ou 

synthèse (oxydation ou réarrangement) sont appelés sesquiterpenoïdes. Les 

sesquiterpènes sont présent dans les essences végétales aromatiques ou huiles 

14

Chapitre I 

essentielles, par exemple le farnésol dans l'huile essentielle de citronelle. Dans les 

plantes, ils ont le rôle d'agent de défense. 

HO 

OH 

32 Farnésol 33 Nerolidol 

O 

OH 

CO 2 H 

34 Acide Abscisique 

35 Cadalene 

CHO OH OH CHO 

HO 

OH 

HO 

OH 

36 Gossypol 

Figure [I.2] : Structures des quelques sesquiterpènes. 

I. 3.2.4 Diterpènes 

Les diterpènes sont des substances avec 20 atomes de carbone (C 20 ) présentant 

une très grande variété structurale. Ces composés sont principalement présents dans les 

plantes supérieures dans les résines, ainsi que dans les champignons. Il existe environ 

2700 diterpènes dans la nature dont la majorité est sous forme cycliques. Parmi les 

diterpènes cycliques, Le rétinol et le rétinal, deux formes de la vitamine A sont les plus 

connues dans cette famille. 

15

Chapitre I 

I. 3.2.5 Triterpènes 

I. 3.2.5.1 Introduction 

Les triterpènes contiennent plus de 4000 composés construits sur plus de 40 

squelettes hydrocarbonés différents. Ce sont des composés en C-30 issus de la 

cyclisation du 3S-2,3-époxysqualène, ou plus rarement du squalène lui-même [22, 

23,24]. Ils sont presque toujours hydroxylés en position C-3 du fait de l’ouverture de 

l’époxyde. Les triterpènes présentent une très forte unité structurale, les différences 

majeures sont d’ordre stéréochimiques ayant trait à la conformation adoptée par 

l’époxysqualène avant la cyclisation initiale. Le cation formé lors de cette cyclisation 

peut ensuite subir une série de déplacement 1, 2 de protons et de méthyles conduisant 

aux différents squelettes tétra- et pentacycliques qui caractérisent ce groupe de 

substances naturelles [22, 23,24]. 

H 

HO 

37 Euferol 38 Cycloeucalénol 

HO 

H 

OH 

HO 2 C 

H 

H 

H 

O 

H 

H 

O 

H 

39 acide 3,4-seco-8βH-ferna-4(23) ,9(11)-dièn-3-oïque 40 antiquol 

Figure [I.3] : Triterpène tétracycliques. 

16

Chapitre I 

H 

H 

H 

O 

H 

H 

AcO 

H 

41 D: C-friedomadeir-7 42 Isomadeiranyl acétate 

H 

H 

H 

O 

H 

H 

OH 

H 

43 Taraxéryl acétate 44 Taraxérone 

H 

H 

OH 

H 

45 β-amyrine 

Figure [I.4] : Triterpènes pentacycliques. 

17

Chapitre I 

I. 3.2.5.2 Biosynthèse des triterpènes 

Les organismes végétaux ont la possibilité de cycliser l’époxysqualène qui 

conduit spécifiquement aussi bien aux triterpènes tétracycliques libres des plantes de la 

famille des Euphorbiaceae et des Laticiferes qu’aux saponosides à génine triterpénique 

pentacyclique ou aux triterpènes modifiés des Rutales [22,23]. 

Le couplage queue-à-queue de deux unités en C-15, farnésylpyrophosphate (FPP) suivi 

d’une oxydation permet l’élaboration de l’époxysqualène (figure I.5), précurseur des 

triterpènes et des stéroïdes [22, 23,24]. 

+ 

OPP 

OPP 

squalène 

Oxydation 

O 

46 2,3-époxydosqualène 

Figure [I.5] : Formation du squalène. 

L’ouverture de l’époxyde amorce la cyclisation, l’enzyme responsable de cette 

cyclisation stabilise la conformation du polyisoprène de telle sorte que les impératifs 

stéréoélectroniques soient respectés. C’est de la conformation initiale de 

l’époxysqualène sur la surface de l’enzyme (figure I.6) que dépend l’orientation de la 

biosynthèse vers les triterpènes tétra- et pentacycliques et les stéroïdes [22, 23,24]. 

- Si l’époxysqualène est dans une conformation chaise-bateau-chaise-bateau, la 

cyclisation conduit à un cation protostanyle précurseur des cycloartanes, des lanostanes 

et des cucurbitanes. 

18

Chapitre I 

- Si l’époxysqualène adopte la conformation chaise-chaise-chaise-bateau, la cyclisation 

aboutit à un autre cation appelé dammaranyle. Ce dernier peut évoluer afin de donner 

naissance aux triterpènes tétracycliques à squelette euphane et tirucallane et le plus 

souvent il conduit aux triterpènes pentacycliques de type oléanane, ursane, lupane, 

multiflorane, taraxérane, taraxastane,….etc. 

O 

O 

O 

R 

H 

+ 

R 

H 

+ 

R 

H 

H 

HO 

HO 

cation protostanyle 

cation dammaranyle 

1 2 

19

Chapitre I 

1 2 

H 

H 

H 

HO 

HO 

47 Cucurbitanes 48 cycloartanes 

cation dammaranyle 

Stéroïdes 

H 

H 

+ 

H 

H 

HO 

H 

HO 

H 

H 

H 

HO 

H 

49 cations lupanyle 

Figure [I.6] : Biosynthèse des triterpènes. 

20

Chapitre I 

cation lupanyle 

H + 

H 

H 

H 

H 

H 

HO 

H 

HO 

H 

H 

HO 

H 

H 

44 multiflorénol 

+ 

H 

H 

H 

H 

H 

H 

HO 

H 

HO 

H 

HO 

H 

45 β-amyrine 

taraxastérol 

50 

H 

H 

HO 

H 

51 α- amyrine 

21

Chapitre I 

I. 3.2.5.3 Intérêts des triterpènes 

L’utilisation industrielle et l’intérêt thérapeutique des triterpènes et stéroïdes 

représentent un enjeu capital dans le domaine de la recherche des substances naturelles. 

Les propriétés pharmacologiques diverses [22,24] attribuées à ces composés ont permis 

leur classement en tant qu’un groupe de métabolites secondaires de grande importance. 

Ces composés manifestent entre autres : 

- des potentialités thérapeutiques dans les différents domaines : cytostatiques, antiinflammatoires, 

analgésiques, insecticides, molluscicides, …..etc. 

-un intérêt considérable dans le secteur de l’industrie pharmaceutique particulièrement la 

production de médicaments stéroïdiques ayant des propriétés : contraceptifs, 

anabolisants, antiinflammatoires,…etc. 

- un intérêt thérapeutique concernant l’extraction des molécules bioactives, pour 

l’obtention des formes galéniques simples ou pour celle de préparation phytothérapique. 

- une importance économique du fait de leur utilisation dans les industries 

agroalimentaires. 

I. 3.2.6 Tetraterpènes 

Les caroténoïdes sont des tetraterpènes, les plus typiques étant les 

apocaroténoïdes, les diapocaroténoïdes, les mégastigmanes. 

I. 3.2.7 Polyterpènes 

Les polyterpènes ou polyisoprènes se composent de plus de 8 unités d’isoprène. 

Ces terpènes se trouvent souvent sous deux formes isomèriques cis- et trans. Le cispolyisoprène 

se trouve dans le caoutchouc indien, alors que le polyisoprène-trans est la 

partie principale de gutta-percha. En plus Chicle représente un mélange de 1:2 de deux 

isomères cis- et trans-. Les prenylchoinones sont des polyterpènes comptant jusqu'à 10 

unités d’isoprène, parmi eux, on rencontre les vitamines K1 et K2 et la vitamine E. 

I.4 Les flavonoïdes 

Les flavonoïdes sont une classe de composés ubiquitaires dans les plantes 

vasculaires et représentent un des plus grands groupes de produits naturels phénoliques. 

Ils sont considérés comme les pigments universels des végétaux. La protection des 

plantes contre les radiations UV de type B et leur défense contre les herbivores et les 

22

Chapitre I 

attaques microbiennes Harborne et al. [27]. Certains flavonoïdes ont parallèlement une 

activité antioxydante, anti-inflammatoire, vasculaire, oestrogénique et antitumorale. 

Pour ne citer que leurs principales propriétés pharmacologiques [27]. Ces composés se 

divisent en différents types : flavones, isoflavones, flavonols, flavanones, flavanes, 

chalcones, anthocyanidines, catechines, ptérocarpanes, aurones. 

I.4.1 Variation de la structure de l’élément centrale en C 3 des flavonoïdes 

La figure (I.7) donne le schéma des réactions qui permettant d’interpréter la 

formation des principaux flavonoïdes à partir des chalcones [28]. La cyclisation de la 

chalcones s’effectue aisément, par isomérisation sous forme de flavonone qui est 

stabilisée par formation d’une liaison hydrogène entre CO et un groupement OH en 

position 5. Les flavonoïdes et plus particulièrement leur produit d’hydroxylation, les 

flavonoïdes (ou dihydrovonols), joueraient le rôle d’intermédiaire dans la formation des 

différents types de flavonoïdes [29]. 

23

Chapitre I 

OH 

HO 

HC 

OH 

HO 

O 

C 

C 

CH 

C 

CH 

OH 

O 

Chalcone 

Isomérisation -2H 

OH 

OH 

O 

Flavone 

OH 

HO 

O 

CH 

HO 

O 

C 

C 

CH 2 

C 

C 

OH 

OH 

O 

Flavonone -2H Flavonal 

OH 

O 

Hydroxylation 

OH 

OH 

HO 

O 

CH 

+2H 

HO 

O 

CH 

C 

CH 

OH 

CH 

CH 

OH 

OH 

O 

Dihydroflavonal (flavononol) 

OH 

OH 

Flavonediol-3,4 

Enolisation 

O 

CH 

O 

CH 

OH 

OH 

OH 

OH 

OH 

HO 

+ 

O 

C 

OH 

C 

H 

C 

OH 

+ H 2 O 

Figure [I.7] : Formation des différents types de flavonoïdes à partir des chalcones [28]. 

Les réactions de la figure (I.7) restant en grande partie hypothétiques ; cependant 

elles ont été, dans la majorité des cas, réalisées au laboratoire. Plusieurs faits sont en 

faveur de ce schéma : 

24

Chapitre I 

a) Une enzyme susceptible d’isoméries les chalcones en flavonone a été isolée dans les 

germinations de soja par Wong et Moustapha [30] 

b) L'hydroxylation des flavononols en flavonols, a été obtenue par Mahesh et Seeshadri 

[31] 

c) La réduction des flavononols en flavonols ne présente pas de difficulté ; en effet, les 

carbones 2 et 3 possèdent une configuration trans et par conséquent la déshydrogénation. 

d) Pachéco et Grouiller [32] ont réalise la synthèse chimique de différent hétérosides des 

flavonols à partir des chalcones correspondants ; d’autre part, Wong et al [33]. Ont 

montré que des germinations de pois chiches transforment un flavononol en flavonol. 

e) Pachéco [34] a synthétisé des anthocyanidines à partir des flavononols ; pour interpréter 

la réaction, cet auteur envisage le passage par les flavanediols-3,4. 

I.4.2 Intérêt des flavonoïdes 

Les flavonoïdes sont l'un des plus grands groupes de métabolites secondaires qui 

jouent un rôle important dans les plantes. Ils interviennent comme des composés de 

défense ainsi que dans la signalisation de la reproduction, de la pathogenèse et de la 

symbiose [35, 36]. Les flavonoïdes végétaux sont impliqués dans le mécanisme 

d'intervention contre l'infection par des micro-organismes [37] ou l’attaque par les 

herbivores [38]. Les flavonoïdes sont également impliqués dans la production de 

nodosités des racines comme un système de fixation de l'azote après l'infection par la 

bactérie Rhizobium dans une variété de plantes légumineuses [39]. Ils sont des sources 

de pigments pour la coloration des composés de fleurs [40] et jouent un rôle important 

dans les interactions avec les insectes [41]. Vu l’intérêt pharmacologique des 

flavonoïdes, de nombreux travaux semblent indiquer qu’ils possèdent des propriétés 

anti-oxydantes [42, 43], anti-inflammatoires [44, 45], anti-VIH [46, 47], antitumorals 

spécialement lorsqu’ils sont utilisés conjointement avec d’autres agents 

chimiothérapeutiques [48, 49], antiviraux [50], antibactériens [51], antiallergiques [52]. 

25

Chapitre I 

I.4.3 Analyse structurale des flavonoïdes 

Les méthodes d’analyse structurale comprennent des méthodes chimiques et 

physico-chimiques. Les techniques les plus couramment utilisées sont : 

I.4.3.1 Spectroscopie UV-Visible 

La spectrophotométrie UV-Visible est basée sur le principe suivant : en milieu 

alcoolique, chaque famille de flavonoïdes a un spectre d’absorption caractéristique, 

susceptible d’être modifié par l’addition des réactifs. D’après Jurd et al. [53] et Voirin et 

al. [54], la nature du réactif et l’effet qu’il produit sur le spectre d’absorption apportent 

des indications sur la structure des flavonoïdes. Les étapes d’enregistrement des spectres 

en présence de réactifs sont effectuées selon les étapes suivantes : 

Première étape : On enregistre le spectre d’absorption dans le méthanol neutre puis 

immédiatement après l’ajout d’une goutte de NaOH (0,5 N), ensuite on enregistre après 

5 minutes. 

Deuxième étape : On enregistre une première fois le spectre d’absorption dans le 

méthanol, puis à cette solution on additionne AlCl 3 (1%) et on enregistre le spectre 

d’absorption. Après cette opération on rajoute quelques gouttes d’acide chlorhydrique 

(6N) puis on enregistre le spectre de cette nouvelle solution. 

Troisième étape : On enregistre dans la solution méthanolique puis on ajoute NaOAc 

(sec) et on enregistre le spectre, après cette opération on rajoute à cette solution quelques 

gouttes de solution saturée d’acide borique puis on enregistre le spectre d’absorption. 

Types de bandes dans les flavonoïdes 

 

 

On distingue deux types de bandes : 

La bande I correspond à l'absorption du système cinnamoyle en faisant intervenir la 

conjugaison du groupement carbonyle C4 avec le noyau B [55]. 

La bande II correspond à l’absorption du système benzoyle en faisant intervenir la 

conjugaison du groupement carbonyle avec le noyau A [56-57]. 

26

Chapitre I 

 

Le déplacement exact et l’intensité des deux bandes I et II du spectre effectué 

dans le méthanol illustrent la nature de la structure du flavonoïde ainsi que sa 

substitution, conformément au tableau I. 7. 

Tableau [I.7] : Interprétation des déplacements des maximums des bandes I et II après 

addition des réactifs [58]. 

Réactifs 

MeOH 

NaOH 

NaOAc 

NaOAc 

+ H 3 BO 3 

AlCl 3 

AlCl 3 + 

HCl 

Déplacement (nm) 

Bande I 

Bande II 

310-350 250-280 

330-360 250-280 

350-385 250-280 

+45 à +60 sans diminution d’intensité optique 

+45 à +60 avec diminution d’intensité optique 

Apparition d’une nouvelle bande entre 320- 

335 nm 

+5 à +20 de la bande II 

Déplacement faible de la bande II 

+12 à +36 de la bande I 

Faible déplacement bathochromique de la 

bande I 

+30 à +36 de la bande I par rapport au spectre 

AlCl3+HCl 

+20 à 40 de la bande I par rapport au spectre 

AlCl3+ HCl 




Interprétation 

Flavone 

Flavonol (3-OR) 

Flavonol (3-OH) 

4'-OH 

3-OH, 4'-OR 

7-OH 

7-OH 

7-OH avec substituant en C-6 ou 

C-8 

3', 4' –diOH 

Orthodihydroxylé sur le noyau A 

Orthodihydroxylé sur le noyau B 

6, 7 ou 7, 8 di - OH + 

Orthodihydroxylé sur le noyau B 

5-OH 

5-OH (avec 6-oxygénation) 

3-OH ou 3-OH et 5-OH 

27

Chapitre I 

I.4.3.2 Résonance Magnétique Nucléaire (R. M. N) 

I.4.3.2.a R. M. N. du proton 

Concernant l’analyse des flavonoïdes, la spectroscopie de résonance magnétique 

nucléaire de proton (RMN 1 H) permet de visualiser les relations existant entre les 

protons des différents noyaux et déduire leur degré de substitution. 

Elle permet également de repérer les groupements méthoxylés, de dénombrer les 

sucres et d’envisager leur mode de liaison à la génine. 

a. Analyse des signaux provenant des protons de la génine. 

Les positions relatives des protons sur les noyaux A et B sont facilement 

déductibles grâce aux valeurs des constantes de couplage. 

Protons du noyau A 

Lorsque le noyau A est disubstitué par des OH en 5 et 7, les protons H-6 et H-8 

présentent deux doublet, respectivement, entre 6.16 et 6.25 ppm avec une constante de 

couplage J = 2,5 Hz et entre 6.39 et 6.56 ppm avec la même constante de couplage. La 

substitution des OH en positions 5 et/ou 7 conduit au déblindage des deux protons 

voisins [59]. 

Protons du noyau B 

Le déplacement chimique des protons du noyau B se trouve entre 6,7-7,9 ppm. 

Ce déplacement chimique est basé sur les substituants dans le noyau B et le degré 

d’oxydation du noyau C. 

Quand le noyau B est monosubstitué en 4', les quatre protons H-2', H-3', H-5' et 

H-6' présentent deux doublets dont les constantes de couplages sont identiques (8.5 Hz). 

Les protons H-2' et H-6' résonnent toujours à des champs inférieurs à ceux des protons 

H-3' et H-5'. 

Protons du cycle C 

Le proton H-3 d’une structure flavone résonne entre 6 et 7 ppm sous forme 

d’un singulet [59], pouvant être confondu avec les protons H-6 et H-8. 

28

Chapitre I 

I.4.3.2.b. Analyse des signaux provenant des protons de la partie osidique. 

Proton anomérique 

Le proton anomérique apparaît sur le spectre sous forme d’un doublet déblindé par 

rapport aux autres protons osidiques. La valeur de la constante de couplage permet de 

distinguer les anomères β (J = 7-8 Hz) des anomères α ((J = 3-4 Hz) [60]. 

Le proton anomèrique lié à un autre ose, devient relativement loin de l’influence du 

noyau flavonique, et résonne à champ plus fort que le proton anomérique lié à la génine. 

A titre d’exemple dans le cas de Kampférol 3-O-α-L-rhamnopyranosyl-(1 6)-β-Dglucopyranoside 

le proton H-1"' du rhamnose résonne à 4,54 ppm dans le méthanol 

deutérié [61] alors que dans le cas du Kampférol-3-O-rhamnoside le proton anomérique 

H-1" résonne à 5,43 ppm avec une constante de couplage J = 2.1 Hz [62]. 

I.5 Coumarine 

Les coumarines sont des substances naturelles connues, Il s’agit de composés à 

neuf atomes de carbone possédant le noyau benzo (2 H)-1 pyrannone-2. Ce composé 

dériverait de la cyclisation de l’acide cis cinnamique oxygéné en C-2 [63]. Les 

coumarines tirent son nom de kumarú, nom vernaculaire de la fève tonka Coumarouna 

odorata encore appelée Disteryx odorata Willd. Elles sont très largement distribuées 

dans le règne végétal. La coumarine et ses dérivés dont plus de 300 structures sont 

connues, se répartissent dans 9 familles de Monocotylédones et plus 70 familles 

Dicotylédones. Ils participent dans les racines des plantes symbiotiques hébergeant 

Rhizobium, à la formation des nodules. Elles sont responsables de l’odeur 

caractéristique de l’aspérule odorante et du mélilot desséché. 

I.5.1 Classification 

Les coumarines sont substituées par un hydroxyle ou plus sur les six positions 

disponibles. La majorité des coumarines sont substituées en C-7 par un hydroxyle. 

Les auteurs [64 - 65] ont classé les coumarines selon la nature des substituants sur leurs 

structures en cinq catégories : 

29

Chapitre I 

I.5.1.1 Coumarines simples 

Les coumarines les plus répandues dans le règne végétal possèdent des 

substitutions (OH ou OCH 3 ) en 6 et 7. 

R 1 

5 

4a 

4 

6 

3 

7 

2 

8 1 

R 8a 

2 O 

R 3 

O 

Figure [I.8] : Squelette de coumarine. 

Les génines : 

R1 R2 R3 

Ombelliférone H OH H 

Esculétol OH OH H 

Scopolétol OCH 3 OH H 

Herniarine H OCH 3 H 

Fraxétol OCH 3 OH OH 

Les hétérosides : 

R1 R2 R3 

Esculoside (=Esculine) O-Glu OH H 

Cichorioside(=Cichorine) OH O-Glu H 

Scopoloside(=Scopoline) OCH 3 O-Glu H 

Fraxoside OCH 3 O-Glu OH 

I.5.1.2 Furanocoumarines : 

Les furocoumarines (appelées encore furanocoumarines) constituent une 

famille de composés synthétisés par certaines espèces de végétaux supérieurs 

Elles dérivent principalement de l’Ombelliférone par condensation isopronoides 

en C 5 , et souvent liposolubles [67]. Le cycle furane peut être fusionné au cycle 

30

Chapitre I 

benzénique dans deux positions linéaire (dérivant de la molécule de psoralène), 

angulaire basées sur la structure de l’angélicine. De nombreux dérivés de ces 

structures de base existent avec des ajouts de résidus sur les carbones des 

positions 2, 5 et/ou 8 [68]. Ces résidus peuvent être assez simples, comme dans 

les cas des hydroxypsoralènes et desméthoxypsoralènes, ou bien plus complexes 

comme par exemple pour l’athamantine ou lacolumbianadine. La plupart des 

furocoumarines ont cependant des dénominations reprenant le nom des plantes 

dans lesquelles elles ont été décrites pour la première fois (le bergaptène présent 

dans Citrus bergamia, la rutarétine ou la rutarine dans Ruta graveolens), ou bien 

encore liées à leurs propriétés (la xanthotoxine pour sa couleur et son activité 

biologique). On désigne dans certains cas l’isomère linéaire ou angulaire d’une 

molécule par le préfixe iso- comme par exemple dans le cas de l’isopimpinelline. 

O 

O 

O 

O 

O 

O 

52 Psoralène 53 Angélicine 

O 

O 

O 

O 

O 

O 

Me 

Me 

O 

O 

Me 

Me 

O-isovaléryl 

Me 

Me 

O-isovaléryl 

54 Columbianadine 55 Athamantine 

Figure [I.9] : Structures de quelques furanocoumarines. 

I.5.1.3 Pyranocoumarines : composés formés par la fusion d'un hétérocycle pyrane 

avec la coumarine 

31

Chapitre I 

1- soit dans le prolongement (forme linéaire) : xanthylétine 

2- soit latéralement (forme angulaire) : séseline, visnadine 

O 

O 

O 

O 

56 Xanthylétine 57 Séseline 

I.5.1.4 Dicoumarines (coumarines dimériques) 

Ce sont des composés formés par la liaison deux unités coumarininques 

simples 

H 3 CO 

O 

O 

O 

HO 

O 

O 

O 

HO 

O 

O 

HO 

O 

O 

H 

58 Daphnorétine 59 Edgeworthine 

H 

I.5.1.5 Tricoumarines (coumarines trimériques) 

Ce sont des composés issus de l’union de trois entités coumariques. 

O 

O 

O 

HO 

OH 

60 Triumbéllatine 

O 

32

Chapitre I 

I.5.2 Biosynthèse des coumarines 

Les coumarines constituent avec les flavonoïdes, les chromones et les 

isocoumarines, un très vaste groupe de composés. L’élément structural qui les 

caractérisent la présence d’un noyau benzopyrane [69]. Les structures simples des 

coumarines dérivées de l’acide cinnamique via l’acide aminé phénylalanine, par 

exemple la coumarine et l’umbelliférone, sont trouvées dans plusieurs plantes [70]. 

L’hydroxylation en ortho de l’acide trans-cinnamique est la voie directe qui conduit aux 

coumarines simples. D’autres coumarines qui ont subi un changement dans leurs 

structures de base, se rencontrent dans peu de familles. En effet, la participation du 

précurseur est possible pour donner des dérivés mixtes de l’acide chikimique et 

mévalonique que sont les furano et pyranocoumarines [71, 72]. 

La première réaction est la condensation du phosphoénol pyruvate (PEP) avec 

l’érythrose-4-phosphate pour former un composé de sept carbones : le 3-désoxy-Darabino-heptulosonate-7-phosphate 

(DAHP) [71]. La cyclisation du DAHP en 3- 

déhydroquinate met en jeu une condensation aldolique intramoléculaire intervenant 

après l’élimination du phosphate [73]. 

PO 

O 

PO 

COO - COO - OH 

O 

HO 

COO - OH 

HO 

OH 

3-déhydroquinate 

+ PO CH 2 

O 

O 

OH 

OH 

PEP Erythrose-4-phosphate DAHP 

COO - 

O 

OH 

OH 

61 

3-déhydroshikimate 

Une réduction du carbonyle du 3-déhydroshikimate se déroule pour donner le 

shikimate. Cette réduction se fait par l’intermédiaire du NADPH et de la shikimate 

oxydoréductase. Le shikimate résultant est ensuite phosphorylé par l’ATP, lui cédant un 

groupe phosphate pour former le shikimate 3-phosphate. Ce dernier, en présence d’une 

33

Chapitre I 

enzyme condensante, fixe une nouvelle molécule de PEP pour donner un ester d’énol, le 

5-enolpyruvyl-shikimate3-phosphate (EPSP). Ce dernier conduit au chorismate, via une 

trans élimination. 

COO - 

COO - 

COO - OH 

O 

OH 

HO 

OH 

PO 

OH 

OH 

OH 

COO - 

O 

CH 2 

COO - 

OH 

COO - 

O 

COO - PO 

O 

Chorismate 

OH 

Le réarrangement précyclique du chorismate donne le préphénate. Ce 

réarrangement est catalysé par une enzyme (chorismate mutase) capable de transférer la 

chaîne latérale dérivée du PEP pour qu’elle soit directement liée sur le cycle. 

COO - 

COO - 

COO - 

- O O C 

O 

O 

O 

O 

COO - 

OH 

OH 

OH 

Chorismate 

Préphénate 

La transamination de l’acide phénylpyruvique conduit à la formation de la 

phénylalanine 

CH 2 CO COOH 

CH 2 

COOH 

NH 3 

OH 

OH 

Ac. phénylpyruvique 

phénylalanine 

34

Chapitre I 

Par contre, la thyrosine se forme de l’acide préphénique 

O 

HO 

O 

CH 2 -CO-COOH 

HO 

CH 2 -CO-COOH 

OH 

NAD + NADPH, H + O 

COOH 

CH 

2 -CO-COOH 

NH 2 

OH 

OH 

Figure [I.10] : Biosynthèse des coumarines. 

Une désamination de la phénylalanine et de la tyrosine conduit respectivement à 

l’acide trans cinnamique et l’acide coumarique. 

COOH 

COOH 

OH 

62 Ac. cinnamique 63 ac. para-coumarique 

La formation de la phénylalanine à partir de l’acide chorismique implique un 

réarrangement de Claisen catalysé par l’enzyme, cet acide aminé est transformé en 

intermédiaire phénylpropanoique (acide coumarinique) qui donne la coumarine après 

une isomérisation et lactonisation. 

35

Chapitre I 

COOH 

∆ 

COOH 

Ac. Cinnamique 

a 

OH 

ac. ortho-coumarique 

hν 

C 

b 

COOH 

d 

COOH 

O 

O 

O-Glucoside 

Coumarine ac-β-D-glucoside O-Coumarine 

O-Glucoside 

La structure de coumarine est dérivée de l'acide cinnamique par l'intermédiaire de 

l'ortho-hydroxylation (a), de l'isomérisation trans-cis de la chaîne latérale (b) et (c), et de 

la lactonisation (d). La forme trans est stable et ne pourrait pas cycliser, donc, il devrait y 

avoir d'isomérisation d'une certaine sorte et l'isomérase d'enzymes est impliquée. 

I.5.3 Intérêt des coumarines 

Les coumarines ont des propriétés antipyrétique, analgésique, sédative, antioedémateuses 

et anti convulsivante. Ils sont probablement responsables de l’effet 

anticonvulsivante [74]. Les coumarines ont indiquées dans les cas de lymphoedème du 

membre supérieur après traitement radiochirurgical du cancer du sein. Concernant les 

dérivés coumariniques, certains d’entre-eux possèdent des activités pharmacologiques, 

principalement anticoagulantes. Les plus connus sont le dicoumarol et l’esculoside, tout 

deux veinotoniques et vasculoprotecteurs (Hostettmann, 1997) [75]. 

36

Chapitre I 

I.6 Les huiles essentielles 

Les huiles essentielles sont des produits obtenus soit à partir des matières 

premières naturelles par distillation à l’eau, soit à partir des fruits de citrus par des 

procédés mécaniques et qui sont séparés de la phase aqueuse par des procédés 

physiques[76]. 

Dans la plante, les huiles essentielles peuvent être stockées dans divers organes : fleurs 

(origan), feuilles (citronnelle, eucalyptus), écorces (cannelier), bois (bois de rose, 

santal), racines (vétiver), rhizomes (acore), fruits (badiane) ou graines (carvi) [77]. La 

synthèse et l’accumulation des huiles essentielles, classées parmi les métabolites 

secondaires, se font généralement au niveau des structures histologiques spécialisées, 

souvent localisées sur la surface de la plante [78]. 

Parmi les composants majoritaires des huiles essentielles, nous trouvons les 

terpénoïdes qui possèdent un rôle écologique lors des interactions végétales, comme 

agents allélopathiques, c’est-à-dire inhibiteur de la germination, mais aussi lors des 

interactions végétal-animal, comme agent de protection contre les prédateurs tels que les 

insectes. Ils interviennent également, par leurs odeurs caractéristiques, dans l’attraction 

de pollinisateurs [79]. 

Une variété de produits à odeur plus ou moins formulée selon la concentration en 

composés et en composés volatils récoltés, est alors obtenue. Les huiles essentielles 

produites par hydrodistillation, entraînement à la vapeur ou expression de l’écorce des 

fruits, sont les produits les plus concentrés en composés olfactifs [80]. 

Chacun de ces composés de part leur volatilité dégage une odeur propre. Ainsi 

certaines plantes peuvent avoir une odeur similaire due à une molécule commune 

présente en quantité notable dans l’huile essentielle. Dans ces conditions, une fois le ou 

les composés responsables d’une odeur identifié, si le caractère olfactif de ces composés 

s’avère intéressant, il serait alors rentable, selon le contexte économique, de produire 

des espèces végétales susceptibles de fournir une huile essentielle à haute teneur 

moléculaire en composés recherchés, et donc généralement de meilleure qualité [79]. 

I.6.1 Procède classique d’extraction des huiles essentielles 

La distillation est un procédé de séparation basé sur la différence de composition 

entre un liquide et la vapeur engendrée. La technique implique la condensation de la 

vapeur et la récupération des fractions liquides résultantes. On parle de distillation 

37

Chapitre I 

simple ou fractionnée lorsqu’il s’agit de liquides miscibles. On peut également procéder 

à la distillation de liquides non miscibles. C’est le cas de l’hydrodistillation des huiles 

essentielles [81]. 

I.6.2 Production des huiles essentielle : l’hydrodistillation 

L’entraînement à la vapeur d’eau est l’une des méthodes officielles pour 

l’obtention des huiles essentielles. A la différence de l’hydrodistillation, cette technique 

ne met pas en contact direct l’eau et la matière végétale à traiter. De la vapeur d’eau 

fournie par une chaudière traverse la matière végétale située au dessus d’une grille. 

Durant le passage de la vapeur à travers le matériel, les cellules éclatent et libèrent 

l’huile essentielle qui est vaporisée sous l’action de la chaleur pour former un mélange 

« eau + huile essentielle ». 

Le mélange est ensuite véhiculé vers le condenseur et l’essencier avant d’être séparé en 

une phase aqueuse et une phase organique : l’huile essentielle. L’absence de contact 

direct entre l’eau et la matière végétale, puis entre l’eau et les molécules aromatiques 

évite certains phénomènes d’hydrolyse ou de dégradation pouvant nuire à la qualité de 

l’huile. L’hydrodiffusion est une variante de l’entraînement à la vapeur (figure I.11). 

Figure [I.11] : Appareillage utilisé pendant l’hydrodistillation d’huile essentielle [82]. 

Le montage de type Schilcher [82] (figure I.11) est composé de quatre parties 

principales: 

1. le réacteur, un ballon dans lequel on introduit la matière végétale et l’eau. 

2. la colonne, un cylindre en verre placé au-dessus du réacteur qui recueille la phase 

vapeur. 

38

Chapitre I 

3. le réfrigérant dans lequel se recondensent les vapeurs. 

4. le vase florentin où vont se séparer la phase organique (huile essentielle) et la phase 

aqueuse (eau florale). 

Ce système peut être équipé d’un recyclage ou cohobage : un principe de siphon 

renvoie l’eau florale du vase florentin vers le réacteur. Un simple robinet au bas du vase 

permet de recueillir l’huile essentielle à la fin de la réaction. 

Le milieu réactionnel constitué par la matière végétale et l’eau est porté à ébullition 

grâce à un chauffe-ballon. 

La température est limitée par la température d’ébullition de l’eau 100°C. 

La composition chimique des huiles essentielles dépend largement de l’influence des 

conditions d’hydrodistillation sur l’essence contenue dans la plante. 

I.6.4 Principales structures chimiques des huiles essentielles [83] 

Les huiles essentielles sont constituées principalement de deux groupes de 

composés odorants distincts selon la voie métabolique empruntée ou utilisée. Il s’agit 

des terpènes, prépondérants dans la plupart des essences, et des dérivés du 

phénylpropane, retrouvé en tant que composé majoritaire dans quelques unes, telles que 

les essences d’anis, de cannelle, de girofle, etc… Divers autres constituants minoritaires 

leurs sont associés. De nombreux dérivés porteurs de fonctions diverses sont également 

considérés comme des composés terpéniques. 

Les composés terpéniques sont issus d’une voie métabolique secondaire de l’acide 

mévalonique. Suivant le nombre entier d'unités pentacarbonés (C 5 ) ramifiées, dérivées 

du 2-méthylbutadiène (isoprène), nous pouvons réaliser la classification suivante : 

C 3 H 

C 2 H 

C 2 H 

Figure [I.12] : L’isoprène. 

Pour n = 2: les monoterpènes. Ces terpènes proprement dits sont des 

hydrocarbures en C 10 . Ils peuvent être acycliques, monocycliques ou bicycliques. A ces 

39

Chapitre I 

terpènes se rattachent un certain nombre de produits naturels à fonctions chimiques 

spéciales, surtout alcool et aldéhyde. 

CH 

2 OH 

COOH 

64 acide transgéranique 65 citronellol 66 β- phellandrène 

Figure [I.13] : Exemple des composants monoterpéniques. 

Pour n = 3: les sesquiterpènes. Ce sont des hydrocarbures de formule C 15 , soit 

une fois et demie (sesqui-) la molécule des terpènes (en C 10 H 16 ). Un groupe particulier 

de sesquiterpènes est représenté par les azulènes, composés instables dont le nom vient 

de leur coloration bleue et qui sont importants en pharmacognosie en raison de leurs 

propriétés anti-inflammatoires. Ces composés, non saturés, sont constitués par deux 

cycles penta et hepta carbonés. Nous retrouvons dans ce groupe le chamazulène (des 

essences de camomille et de matricaire). 

67 Cadinene 68 Eudesmol 

Figure [I.14] : Exemple des composants sesquiterpéniques 

Pour n = 4: les diterpènes qui sont des dérivés d’hydrocarbures en C 20 . Ces 

composés, à point d'ébullition élevé, se rencontrent surtout dans les résines. 

69 Acide abiétique 

Figure [I.15] : Exemple des composants diterpéniques. 

40

Chapitre I 

Pour n = 5: les sesterpènes. Ce sont des dérivés d’hydrocarbures en C 25 . 

Pour n = 6: les triterpènes. Ces composés en C 30 sont très répandus, notamment 

dans les résines, à l'état libre, estérifiés, ou sous forme hétérosidique. 

70 Squaléne 

Figure [I.16] : Exemple des composants triterpéniques. 

Pour n = 8 et les polyterpènes le caoutchouc naturel est l’exemple plus nomme. Le 

caoutchouc naturel est un polymère de l'isoprène. Il est produit par la coagulation par la 

chaleur de la sève de l'hévéa. 

71 Caoutchouc naturel. 

Figure [I.17] : Exemple des composants polyterpènes. 

Dans une huile essentielle, nous retrouvons presque exclusivement des mono- et 

sesquiterpènes. 

Les dérivés du phénylpropane sont moins abondants que les terpénoïdes, ce sont 

des arènes issues d’une voie métabolique secondaire dite de l’acide shikimique luimême 

intermédiaire de la synthèse de la lignine à partir du phénylpropane. 

Les composés sont néanmoins importants sur le plan qualitatif et quantitatif chez 

certaines espèces. Par exemple, le trans-anéthole qui est la molécule responsable en 

grande partie de l’arôme d’anis, constitue environ 80% de l’huile essentielle de fenouil 

(1-3% d’essence), et d’anis vrai (3% d’essence). Les dérivés phénylpropanoïques et les 

terpénoïdes sont associés en nombre et en proportions très variables de telle sorte que le 

41

Chapitre I 

produit est hétérogène et complexe sur le plan chimique. Ils sont biosynthétisés au sein 

des mêmes organes sécréteurs où ils forment l’essence naturelle [84]. 

I.6.5 Analyse chromatographique et identification des constituants dans un 

mélange 

La séparation des composés s’effectue en général par CPG notamment pour les 

composes volatils (mono-et sesquiterpènes) et par HPLC pour les composés pas ou peu 

volatiles. Les colonnes utilisées sont souvent apolaires exemple HP-5 et DB-5 du fait 

des caractéristiques apolaires de la majorité des composés mono-et sesquiterpènes [85]. 

La méthode couramment utilisée pour l’identification des huiles essentielles est le 

couplage CPG/SM. Il permet de connaître, dans la grande majorité des cas, la masse 

moléculaire d’un composé et d’obtenir des informations structurales relatives à une 

molécule à partir de sa fragmentation (86, 87). En parallèle, une expression 

mathématique générale qui donne une meilleure approximation des indices de Kovts, 

recommandée par la firme "Chromatographic Society" est la suivante (Evans et al, 1989) 

[88]. Les indices de Kovats sont les temps de rétention relatifs des substances analysées 

par rapport à celles des alcanes. La formule ci-dessous décrit le calcul des indices de 

Kovats à partir des temps de rétentions des composés cibles et ceux des alcanes : 

I 

⎡ t 

= 100⎢ 

⎢⎣ 

tR( 

Ri 

z+ 

1) 

− tRz 

− t 

Rz 

⎤ 

+ Z ⎥ 

⎥⎦ 

Où I : indice de Kovats d'une substance A 

z = nombre d’atomes de carbone de l’alcane qui sort avant le composé inconnu 

t R = temps de rétention, 

i = molécule inconnue, 

z = nombre d’atomes de carbone de l’alcane qui sort avant le composé inconnu 

(z +1) = nombre d’atomes de carbone de l’alcane qui a été élué après le composé 

inconnu. 

42

Chapitre I 

I.6.6 Les huiles essentielles et leur activité anti-microbienne 

Les huiles essentielles ou les volatiles, sont des produits naturels obtenus à partir 

de différentes parties de plantes (fleurs, graines, feuilles, écorce, fruits, herbes et racines) 

le plus souvent par la méthode de distillation à la vapeur d’eau [89]. Les terpénoïdes et 

les phénylpropanoïdes ont montré une activité antimicrobienne plus élevée des terpènes 

oxygénés en comparaison des terpènes hydrocarbures a été observée [90-93]. Les 

composants oxygénés purs ont aussi montré une activité supérieure par rapport aux 

huiles essentielles dans lesquelles ils se trouvent. Ceci a été observé pour la géraniol et 

citronéllol de l’huile de géranium [94] et également pour le thymol et le carvacrol des 

HE du poivron [95]. 

Les huiles essentielles peuvent aussi inhiber la synthèse de DNA, RNA, des 

protéines et des polysaccharides [96]. Le tableau (I. 8) montre quelques molécules 

aromatiques selon leur fonction chimique et activité biologique. 

Tableau [I.8] : Classement et activité biologique de molécules aromatiques selon leur 

fonction chimique. 

Composé 

aromatique 

développées 

Propriétés 

Phénol 

Alcool 

Terpénique 

72 Carvacrol 

OH 

OH 

Stimulantes, Toniques Antiseptiques 

Bactéricides, Fongicides, Anti-virale, 

Antiparasitaires, Irritantes 

73 Géraniol 

CH 3 

CH 3 

Ether-oxide, 

péroxyde 

H 3 C 

O 

74 Cinéole 

Antibactériens Antifongiques 

Insecticides, L’ascaridole est fortement 

réactif et toxique (par la liaison –O-O-) 

43

Chapitre I 

CH 3 

O 

Cétones 

H 3 C 

CH 3 

Calmantes, Antivirales, Antifongiques 

Neurotoxiques Anti-épileptique 

75 Carvone 

Hydrocarbures 

aliphatiques, 

sesquiterpènes 

H 3 C 

CH 3 

CH 2 

76 Limonene 

Fongistatique Bactériostatique 

Insecticides 

Nematicide Herbicide 

I.7 Activité antiradicalaire sur DPPH 

L'utilisation d'antioxydants est nécessaire dans les industries cosmétiques, 

agroalimentaires… en tant que conservateurs des corps gras. Or, dans l'oxydation d'un 

corps gras, en contact avec l'oxygène de l'air, ou inclus dans une membrane biologique, 

intervient un type particulier d'intermédiaires à courte durée de vie, les radicaux libres, 

qu'il convient de neutraliser pour assurer sa protection. C'est pourquoi les substances 

antioxydantes sont souvent antiradicalaires [97]. Les radicaux libres sont également 

produits dans notre organisme sous l'action de facteurs déclenchants externes (UV, 

fumées de combustion, solvants….), mais également dans le cadre de phénomènes 

biologiques importants, comme la respiration cellulaire. La production permanente de 

ces molécules réactives dans notre corps est généralement contrôlée par l'action de 

systèmes enzymatiques ou d'antioxydants. Lorsque cet équilibre précaire est rompu en 

faveur des radicaux libres, il se produit un stress oxydatif. Par les dommages ainsi causés 

à nos cellules, ces différents mécanismes semblent jouer un rôle prépondérant dans les 

phénomènes du vieillissement et engendrer des pathologies telles que des cancers et de 

troubles neurodégénératifs. L'apport exogène d'antioxydants pourrait donc ralentir, voire 

prévenir, ces désordres physiologiques [98]. 

44

Chapitre I 

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51

Chapitre II

Chapitre II 

II. Etude phytochimique de Scorzonera Undulata 

II.1.1 L'introduction 

Le genre Scorzonera (Asteraceae) se trouve principalement dans les régions de 

sécheresse de l'Europe et de l'Asie. Elle se compose de 90 espèces européennes distribuant 

partout le continent, 23 espèces distribuant en Chine et représente en Algérie 8 espèces, 

Scorzonera alexendrina Boiss, Scorzonera caespiosa Pomel, Scorzonera coronopifolia desf , 

Scorzonera fasciata pomel , Scorzonera lacinrata L, Scorzonera pygmoria S. et Sm, Scorzonera 

undulata Vahl , Scorzonera undulata Ball. non Vahl, ssp alexendrina Boiss, et ssp deliciosa 

Guiss arbitrant dans les zone aride, les hautes plateaux et dans le Sahara [1]. 

Quelques espèces de scorsonère ont été employées dans la cuisine comme des légumes ou 

comme des plantes médicinales en Europe et en Asie [2]. 

II.1.2 Position systématique 

Sous-embranchement : Angiosperme 

Classe : 

Dicotylédones 

Sous-classe : 

Gamopétales 

Ordre : 

Asterales 

Famille : 

Asteraceae 

Genre : 

Scorzonera Undulata Vahl 

Sous espèce 

deliciosa 

Nom Douiri : 

Alemen 

Nom Arabe : 

Guiz 

Nom Français : Scorzonère à feuilles ondulées 

52

Chapitre II 

II.1.3 Synonymie du Scorzonera Undulata 

Scorzonera Undulata subsp. deliciosa (Guss.) Maire 

Scorzonera Undulata subsp. Undulata 

Scorzonera Undulata Vahl 

Scorzonera Undulata subsp. alexandrina (Boiss.) Maire 

Scorzonera Undulata var. alexandrina (Boiss.) Baratte 

Scorzonera Undulata var. filifolia Batt. 

Scorzonera Undulata var. lancifolia Pomel 

Scorzonera Undulata var. tetuanensis (Webb) Pau 

II.1.4 Description de la plante Scorzonera Undulata 

Plante vivace, atteignant 20 cm environ de haut. Feuilles en rosette d’un vert grisâtre 

longues, étroites et à bords ondulés. Fleurs, toutes ligulées, réunies en capitules pédoncules, 

pouvant mesurer plus de 5 cm de diamètre involucre à bractées vertes lancéolées à bords 

membraneux à pointe recourbée, les internes plus longues que les externes. Ligules d’un rose 

violacé, à base souvent plus foncée, à sommet tronqué et denté. 5 étamines à anthères pourprées 

formant un tube autour de style à 2 branches. Fruites; à rênes allongés à augettes 

plusieurs. Dont 5 soies plus grand .que le reste [3]. 

II.1.5 Air géographique 

Espèce se rencontrant dans les zones arides, hautes plateaux (Algérie) et Sahara 

septentrional. 

53

Chapitre II 

Figure [II.1] : Répartition géographique de scorzonera Undulata. 

P : présence de scorzonera Undulata 

Figure [II.2] : Photos de la plante scorzonera Undulata dans la région de la récolte. 

54

Chapitre II 

II.1.6 Utilisation traditionnelle de Scorzonera Undulata 

Réputée efficace contre les morsure de serpents, les Scorsonéres tirent leur nom de celui du 

symbole de la guérison, appelé scorsone en Italien. 

Undulata s’applique aux feuilles de l’espèce, tandis que la sous espèce des régions aride est 

Alexandrina [3]. 

II.2 Travaux personnels 

II.2.1 Récolte de la plantes Scorzonera Undulata 

La plante a été récolté dans la région de El-Aouinet Est de l’Algérie au mois d’Avril de 

l’année 2006 dans une zone Aride. Elle est identifiée par le Professeur Hocine Laouer 

Université de Sétif. Le séchage est effectué dans un endroit sec et à l’abri des rayons solaires, 

les racines ont été broyées et pesées : 980 gramme. 

II.2.2 Extraction des racines de Scorzonera Undulata 

Nous avons versé 3500 ml Dichorométhane (DCM) sur 970 g de poudre des racines 

contenue dans un bécher pendant 24 h à la température ambiante. Cette opération a été répétée 3 

fois avec le même volume. Après filtration et évaporation du solvant, l’extrait Dichorométhane 

sec est 23g. Les CCM effectuée sur l’extrait dans différents systèmes de solvants, montre que 

l’extrait DCM contient plusieurs tâches. 

II.2.3 Fractionnement et Séparation Grossière de L’extrait DCM 

Cette technique est utilisée la première fois par Call et al. (1986) [4] pour obtenir un 

fractionnement grossier de l’extrait brut. Elle est rapide et économique, une chromatographie de 

partage avec une phase stationnaire de La silice Kieselgel Merck (70-230 mesh, 63-200 µm) a 

été réalisé selon le principe de la chromatographie liquide sous vide. La quantité de la phase 

stationnaire de gel de silice par rapport à la masse d’extrait était d’un facteur 1 à 30. L'extrait 

DCM est introduite sous forme solide après l’adsorption avec une quantité de silice de rapport 1 

à 5 dans un entonnoir Büchner, un vide léger est crée par une pompe à palet. Des mélanges de 

55

Chapitre II 

solvants ont été préparés de gradient de polarité croissante de Dichorométhane dans l’hexane 

ont été utilisés pour la séparation. Le filtrat de chaque gradient de solvants est sécher. 

Poudre de Racines de scorzonera undulata 

. 

970 gr 

Macération dans le DCM 

Filtration 

Filtrat 

Résidu 

Distillation sous vide 

Macération dans le MeOH 

54 gr 

23 gr 

Extrait DCM 

Extrait MeOH 

Figure [II.3] : L’extraction de la plante Scorsonera Undulata. 

56

Chapitre II 

Concentrât 11.5 gr 

Extrait DCM 

VLC 

90Hexane 70 Hexane 50 Hexane 100 DCM 50 DCM 

10 DCM 30DCM 50 DCM 50MeOH 100MeOH 

SU14a 

0.01mg 

SU14b 

3, 57 g 

SU14c 

33.3 mg 

SU14d 

5.2g 

Figure [II.4] : VLC de l’extrait DCM. 

II.2.4 Étude de la fraction su14b 

II.2.4.1 Colonne ouverte pour la faction SU14b 

L’examen en chromatographie sur couche mince de Gel de silice 60 F 254 Merck, 0,2 

mm sur support d’aluminium de la fraction SU 14b. Le révélateur avec le réactif de Godin, 

composé de deux solutions A (Vanilline à 1% dans l’éthanol) et B (solution éthanolique d’acide 

sulfurique à 10%). La plaque est chauffée longuement à une température de 100 0 c après une 

première pulvérisation par la solution A puis une deuxième par la solution B, une couleur 

voilette apparait dans le visible. On remarque que les tâches ne sont pas visible dans la lumière 

UV (254 et 365 nm) et le meilleur système de séparation obtenue était avec le système de 

solvant Hexane : Dichloraméthane (7 :3). 

57

Chapitre II 

Le mécanisme de séparation des fractions complexes est la chromatographie sur colonne 

ouverte. Le choix de taille de colonne selon la masse de la fraction est : la longueur de la 

colonne est 47 cm le diamètre est 1.75 cm, la granulométrie de la phase stationnaire est du gel 

silice 40-63 µm, l’entassement de la colonne a commence par le dépôt de la verre de laine dans 

l’embouchure d’écoulement. Le gel de silice est moulé dans solvant de départ puis versé dans la 

colonne en plusieurs fois jusqu’à stabilisation au niveau désiré. 

L’introduction de l’échantillon est adsorbé dans une quantité de gel de silice puis déposé 

dans la colonne, l’éluant est préparé selon un gradient de polarité Hexane / Dichlorométhane 

(100:0 à 0 :100) Le fractionnement de cette colonne est rassemblée dans le tableau (II.1). 

58

Chapitre II 

Tableau [II.1] : Résultats de la séparation par chromatographie sur colonne de la fraction SU14b de 

Scorzonera Undulata. 

Systèmes de 

solvant 

Volume utilisé 

en ml 

fractions 

Fraction 

regroupée 

Poids 

gr 

100% Hexane 900 f 1 -f 15 F 34 -f 41 0.001 

95% Hexane 

05% DCM 

92% Hexane 

08% DCM 

90% Hexane 

10% DCM 

88% Hexane 

12% DCM 

87% Hexane 

13% DCM 

85% Hexane 

15% DCM 

83% Hexane 

17% DCM 

81% Hexane 

19% DCM 

79% Hexane 

21% DCM 

50% Hexane 

50% DCM 

450 f 16 -f 27 F 42 -f 49 0.0793 SU15a 

600 f 28 -f 37 F 50 -f 56 0.6788 SU15b 

600 f 38 -f 47 F 57 -f 66 1.847 SU15c 

600 f 48-f 55 F 67 -f 69 0.094 SU15d 

600 f 56-f 63 F 70 -f 74 0.2766 SU15e 

600 f 64-f 71 F 75 -f 82 0.2256 SU15f 

600 f 72-f 81 F 83 -f 89 0.1121 SU15g 

600 f 82-f 90 F 90 -f 98 0.1143 SU15k 

600 f 91-f 98 f 106 -f 107 0.013 SU15l 

600 f 99-f 107 f 109 -f 112 0.005 SU15i 

100% DCM 600 f 108-f 112 - - - 

100% MeOH 600 f 113-f 102 - - - 

59

Chapitre II 

II.2.5 

Etude de la fraction SU15e 

La fraction SU15e de masse 276.6 mg est fractionnée par chromatographie sur une 

colonne ouverte de gel de silice de diamètre 17.5 mm et de hauteur 470 mm la quantité de la 

phase mobile est de 80 gr. L’élution est effectuée avec un gradient de polarité croissante 

cyclohexane / toluène (90/ 10 à 0/ 100) puis suivi d’un lavage de la colonne avec le MeOH. Le 

résultat de fractionnement de la colonne est comme suit: 

SU15e 

Colonne ouverte 

9 cyclohexane 7 cyclohexane 5 cyclohexane 100 toluène 100 MeOH 

1toluène 3 toluène 5 toluène 

F 1 à F 24 F25 à F 50 F 51 à F 68 

F 69 à F 81 

F 82 à F 91 

F 37 à F 39 

F 40 à F 48 

F 49 à F 56 

F 56 à F 62 

F 69 à F 81 

F 82 à F 91 

Colonne de sephadex 

SU 23a 

9.8 mg 

SU 23b 

10.8 mg 

Deux produits purs 

Figure [II.5] : Fraction SU15e de l’extrait DCM. 

60

Chapitre II 

II.2.6 

Etude de la fraction SU14d 

La fraction SU14d de masse 5.2 g est soumise à un fractionnement par une 

chromatographie liquide sous vide (VLC) sur silice normale en utilisant un gradient d’élution 

hexane : Dichorométhane allant de (90:10 à 0:100) puis MeOH. Cette étape s’est soldée par 

l’obtention de 8 fractions (tableau II. 2). 

Tableau [II.2] : Résultats de la colonne de la fraction SU14d. 

Systèmes de solvant 

Volume 

utilisé en ml 

fractions 

Fraction 

regroupée 

Poids 

mg 

90% cyclohexane 10% DCM 500 1- 24 1 - 12 393 

80% cyclohexane 20% DCM 500 25 – 40 13 - 15 194 

70% cyclohexane 30% DCM 300 41 - 50 16 - 17 52.3 SU33c 

50% cyclohexane 50% DCM 300 51 - 60 18 - 25 120 SU33d 

100% DCM 300 61 - 77 40- 55 396 

100% MeOH 200 78 - 87 56-64 344 

65-70 207 

71-87 

485 

Parmi les sous-fractions recueillies, seul, la sous-fraction SU 33c et SU 33d ont été étudiées 

jusqu’à la détermination structurale de ces principaux composés. 

Les fractions SU33c et SU33d soumissent à une purification sur plaques préparatives de silice 

normale dans le système d’élution Hexane / Dichlorométhane: 70/30 aboutit un mélange de 

composés SU37a (12 mg) 

II.2.6 

Etude de la fraction SU15g 

La fraction SU15g de masse 112.1 mg est fractionnée par chromatographie sur une 

colonne ouverte de gel de silice de diamètre 17.5 mm et de hauteur 470mm la quantité de la 

61

Chapitre II 

phase mobile est de 80gr. L’élution est effectuée avec un gradient de polarité croissante 

cyclohexane / toluène (90 :10 à 0 : 100). Le résultat de la colonne est comme suit ; 

Tableau [II.3] : Résultats de la colonne de la fraction SU15g. 

Systèmes de solvant 

Volume 

utilisé en ml 

fractions 

Fraction 

regroupée 

Poids 

90% cyclohexane 10% toluène 300 2- 12 7 - 17 

80% cyclohexane 20% toluène 300 13 – 25 18 - 23 

70% cyclohexane 30% toluène 300 26 - 38 24 - 28 13 mg SU28 c 

50% cyclohexane 50% toluène 200 39 - 48 29 - 39 

100% toluène 100 49 - 55 40- 55 

II.2.7 Etude de l'extrait méthanolique (MeOH) 

Les résidus de l’extrait dichlorométhane subi une extraction solide-liquide par le 

MeOH (3x3l) pendant 24 h. Après macération, filtration et évaporation du solvant sous pression 

réduite et une température modérée, on a obtenu 54 g (rdt. 5,57 %) d’extrait méthanolique 

. 

L’extrait méthanoïque est testé par chromatographie sur couche mince bidimensionnelle 

de polyamide DC 6 (Figure II.6) dans les systèmes S.I et S.II. 

- La 1 ère dimension S.I : Toluène-Méthanol-Méthyle éthyle cétone (4 : 3 : 3) 

- La 2 ème dimension S.II : Eau-Méthanol-Méthyle éthyle cétone-Acétyle acétone (13 :3 :3 :1). 

Le chromatogramme après la migration bidimensionnelle est examinée sous UV à 365nm puis 

la plaque est pulvérisée par le DBA est examinée encore une fois par UV à 365nm. 

Le DBA est également utilisé dans la révélation des flavonoides. Ce réactif est composé 

d’un mélange de (2-aminoethoxy) diphénylborane à 98% dans l’éthanol et de polyethylène 

glycol. Après pulvérisation la plaque est examinée par UV à 365nm. 

62

Chapitre II 

b v 

Vn 

V 

Vn 

V 

Vn 

Vn 

V 

B 

B 

rose 

J 

D 1 

N 

V 

Vn 

B 

Vn 

D 2 

Figure [II.6] : CCM bidimensionnelle de polyamide DC 6 de l’extrait méthanoïque de S .Undulata. 

X visualisée sous lampe UV à 365 nm. X pulvérisée par le DBA 

N noir ; Vn vert noir ; b bleue ; j jaune. 

II.2.7.1 Chromatographie liquide à haute performance (HPLC) 

L’analyse HPLC a été menée sur un système « Thermo Separation Products » équipé d’une 

pompe P-4000, d’un détecteur photodiode UV-6000LP. La colonne utilisée est : 

• C-18 Merck Lichrospher 100 RP-18, 5 µm (125, 4 mm) 

L’élution est réalisé sur la colonne C-18 avec un gradient du système (A) TFA 0.01% dans l’eau 

et (B) TFA 0.01% dans l’acétonitrile, en commençant par un palier à 30 % pendant 5 min, puis 

63

Chapitre II 

par un gradient linéaire de 30 % à 90% en 40 min. le débit est de 1 ml/min ; le détecteur PDA 

balaye le domaine 200-400 nm. 

L’extrait méthanoïque est analysé par HPLC qui donne le profil suivant : 

Figures [II.7] : Profil de l’extrait MeOH. 

Les Figures (II.6 et II.7) montrent que les composés présents dans le chromatogramme 

bidimensionnelle et sur le profil d’HPLC sont en faibles quantités. 

II.2.7.1. Purification de l’extrait MeOH 

II.2.7.1. a. Purification par colonne 

Cet extrait est soumis à un fractionnement par une chromatographie sur colonne 

ouverte sur sephadex LH- 20 en utilisant un gradient d’élution isocratique. Le suivi des fractions 

obtenues, est effectué par chromatographie sur couche mince de Gel de silice 60 F 254 Merck, 

0,2 mm, Polyamide F 254 Merck, 0,15 mm et Gel de silice greffée RP-18 F 254 Merck, 0,2 mm 

sur support d’aluminium visualisé sous lumière UV (254 et 365 nm). Cette étape s’est soldée 

par l’obtention de 7 fractions. Les fractions obtenues sont étudiées par Chromatographie liquide 

haute performance HPLC. 

64

Chapitre II 

L’extrait MeOH 

C C sephadex 

SU 49a SU49b SU49c SU49d SU49e SU49f SU49g 

Fraction étudiée 

Fraction étudiée 

Figure [II.8] : L’extrait méthanolique sur colonne sephadex. 

II.2.7.2 

Etude de la fraction SU49b 

La fraction SU49b (3.5 g) soumise à une chromatographie sur colonne de gel de silice en 

phase normale et éluée avec un mélange de solvant Hexane-acétate d’éthyle : (100-0 :0-100). 

Des fractions de 25 ml sont recueillies et regroupées selon leur profil en CCM en phase normale 

effectuées dans le système d’élution Hexane-acétate d’éthyle, pour donner 15 fractions. La 

fraction 11 (54-62) est purifiée sur une colonne sephadex LH- 20, pour conduire au composé 

SU 50i (15 mg). 

65

Chapitre II 

Tableau [II.4] : Résultats de la colonne de fraction SU49b. 

Système de solvants 

Volume 

ml 

Fraction 

Remarque fractions 

régroupé 

Poids mg 

80 hexane 

20 acétate d’éthyle 

70 hexane 


50 hexane 


25 hexane 


450 1-13 1-5 26 

450 14-26 6-7 41 

450 27-40 8-12 6.4 

450 41-50 17-21 6 

100 acétate d’éthyle 450 51-61 22-27 110 


50 MeOH 

450 62-71 29-32 20 

100 MeOH 500 71-79 33-40 42.5 

100 isopropanol 200 80-89 41-45 43 

46-48 71 

50-52 21 

54-62 15 

63-74 183 SU50n 

76-79 258 

II.2.7.3 

Etude de la fraction SU50n 

La fraction SU50 n (183 mg) a été purifiée par MPLC, utilisant comme phase mobile un 

mélange toluène:MeOH (20:80 – 0 :100), aboutissant à 5 fractions de 70 ml chacune. La 

fraction SU56c est purifiée sur une colonne sephadex LH- 20, pour conduire au composé SU56c 

(12.6 mg). 

66

Chapitre II 

Tableau [II.5] : Résultats de la colonne de fraction SU49n. 

Système de 

solvants 

Volume 

ml 

Fraction 

Remarque fractions 

régroupé 

Poids 

mg 

80 toluène 

20 MeOH 

70 toluène 

30 MeOH 

60 toluène 

40 MeOH 

50 toluène 

50 MeOH 

600 1-9 1-10 15.3 

360 10-15 11-13 5.8 

360 16-21 15-19 12.7 SU56c 

360 22-27 21-27 35.9 

100 MeOH 360 28-39 28-39 74.5 

I.2.7.4 

Etude de la fraction SU49e 

La MPLC a été la méthode de séparation préparative la plus utilisée dans ce travail. La 

fraction a été réalisée sur une colonne Büchi de dimension : (46 x36 mm). Après son adsorption 

sur la phase stationnaire le soluté est déposé dans une colonne d’introduction, laquelle est soit 

montée directement sur la colonne principale (pré-colonne) ou liée à celle-ci par une tubulure. 

Ces colonnes sont conçues pour supporter des pressions allant jusqu’à 40 bars.L’élution a 

nécessité l’utilisation de deux pompes à moyenne pression Gilson 305 et 306, alors que la 

détection est réalisée grâce à un détecteur UV (Spectra System 2000, Thermo Separation 

Products) fonctionnant à deux longueurs d’ondes 254 et 365nm. La phase utilisée pour les 

étapes de purification en MPLC est la suivante : Gel de silice greffée. L’élution est faite avec un 

gradient du système eau-méthanol en phase de polarité inverse. Un mélangeur Gilson 811B 

permet de réaliser ce gradient. Les fractions sont collectées grâce à un collecteur automatique 

Büchi C-660 et rassemblées sur la base des CCM. On obtient un composé pur après 

purification sur une de séphadex (SU70a). 

67

Chapitre II 

Figure [II.9] : Profil de HPLC de la fraction SU49e. 

II.2.8 Détermination des huiles essentielles dans Scorsonera Undulata 

La détermination des huiles essentielles dans les racines de Scorzonera Undulata est 

effectuée par entrainement à la vapeur d’eau, dans un appareil spécial hydro distillateur, dans 

des conditions bien précises. Le distillat est recueilli dans un tube gradué, tandis que la fraction 

aqueuse retourne automatiquement dans le ballon générateur de vapeur. 

II.2.8.1 Mode opératoire 

On pesé 80 gr de matière végétale Scorzonera Undulata que l’on introduit dans un 

dans le ballon, on ajoute 800 ml d’eau c.a.d chaque 1gr de matière végétale 10 ml d’eau et 

quelques fragments de pierre poreuse pour assurer la distribution homogène de l’énergie. 

. Pour récupéré l’huile (sous forme de gel) en rince le tube avec de DCM et hexane. 

Tableau [II.6] : Conditions opératoires d’hydrodistillation des racines de Scorzonera Undulata. 

Quantité de matière végétale 

Volume d’eau 

80 gr 

800 ml 

Température 100°C 

Temps d’hydrodistillation 

1 h 

68

Chapitre II 

II.2.8.2 Analyse par spectrométrie de masse 

La chromatographie en phase gazeuse autorise le couplage de toute une série de détecteurs 

différents qui permettent d'avoir une vision multiple d'un seul produit (Lucaccionni et al. 1993) 

[6]. Le développement important de la spectrométrie de masse (SM) dans l'identification des 

constituants des huiles essentielles est rendu possible grâce au couplage du CPG directement à 

la spectrométrie de masse (Garnero, 1978) [7]. Lors du couplage, la chromatographie (CPG) 

permet dans un premier niveau de séparer et d'isoler chacun des constituants du mélange qui est 

injecté séparément dans la chambre d'ionisation de la spectrométrie de masse (deuxième 

niveau). Grâce à cette innovation importante, la spectroscopie de masse est devenue la 

technique la plus sensible pour obtenir des données importantes sur la structure de composés 

organiques inconnus (Richard et al, 1992) [8]. 

69

Tableau [II.7] : Composition d’huile essentielle de Scorzonera Undulata [9-18]. 

Chapitre II 

Tr fid Indice fid Ref % fid 

Non de composé ou principaux 

fragmentations 

1 15,36 1295,37 1295 0,04 (E,E)2,4-decadienal 

2 16,10 1318,54 1317 0,08 Trans, trans-2,4-decadienal 

3 17,53 1363,54 1367 0,04 Docanoic acid 

4 20,31 1454,15 - 0,3 207,175, 150, 125, 83,55 

5 20,53 1461,46 1455 0.11 Alpha –humulene 

6 21,02 1478 1471 0.22 Dodecanol 

7 21,29 1487 1481 0.53 Ar-curumene 

8 21,67 1499,43 1500 0.06 Pentadecane 

9 21,86 1505,83 1500 0.06 Alpha-muurolene 

10 22,53 1528 1526 0.16 Delta-cadinene 

11 22,91 1540,43 1542 0.03 Alpha-calacorene 

12 23,51 1560,23 1567 2.71 Dodecanoic Acid 

13 24,03 1577,38 - 0.04 178, 161, 148, 129, 81, 55 

14 24,47 1592,05 1593.2 0.37 1-hexadecene 

15 24,711 1600 1600 0.53 Hexadecane 

16 24,98 1607,73 1608 0.64 Humulene epoxyde 

17 25,9 1634,12 - 0.04 204,161,119,93,83,69,55 

18 26,25 1644,24 - 0.12 113, 98, 85, 69,57 

19 26,3 1646,59 1649 0.12 alpha-muurolol 

20 26,4 1646,62 - 0.04 207, 169, 141, 113, 85,57 

21 26,77 1658,97 - 0.1 171,152,137,129,110,82,68,55 

22 26,85 1661,26 - 0.17 110,137,98,57,82,69,191,163 

23 27,13 1669,37 1674 0.11 Cadalene 

24 27,53 1681 1686 0.12 alpha- Bisabolol 

25 28,18 1699,45 1700 0.64 Heptadecane 

26 28,40 1705,1 1705 0.22 

70 

Pentadecane, 2, 6, 10,14- 

tetramethyl- 

27 28,76 1714,19 - 0.27 180, 137, 124, 109, 82, 69, 57 

28 29,01 1720,63 - 0.08 206,192,177,91,71,57 

29 29,15 1724,24 1727 0.29 Methyl tetradecanoate 

30 29,43 1731,12 - 0.17 175, 148, 145, 132, 119, 105, 69, 55 

31 29,88 1742,56 - 0.47 216,187,161,137,110,96,86,68,57 

32 30,14 1749,36 - 2.35 220, 177,137, 110, 95, 69,55 

33 30,69 1763,12 1768 11.16 n-Tetradecanoic acid 

34 30,84 1792,51 1795 0.22 1-octadecene 

35 31,12 1800 1800 0.58 Octadecane 

36 32,52 1809 1810 0.17 2, 6, 10, 14 tetramethyl Hexadecane 

37 33,08 1821,82 - 0.4 213,185,141,115,97,82,67,57

38 34,06 1844,36 1845 1.07 6, 10,14-Trimethyl-2-pentadecanone 

39 34,67 1858,52 1856 1.46 Pentadecanoic acid 

40 35,12 1868,77 1863.8 1.38 

1,2 benzenedicarboxylic acid, bis(2- 

methylpropyl) ester 

41 36,45 1899,56 1900 0.46 Nonadecane 

42 36,69 1904,69 1895 0.28 11-hexadecenoic acid, methyl ester 

43 36,99 1911,21 - 0.07 257, 216, 187, 161, 131, 105, 81, 55 

44 37,11 1913,89 - 0.28 236,194,152,125,111,96,83,55 

45 37,16 1915,04 - 0.15 249, 223, 192, 149,104, 57 

46 37,66 1925,89 1929 2.32 Hexadecanoic acide methyl ester 

47 38,34 1940,5 1945 4.38 9-hexadecenoic acide 

48 38,72 1948,70 1953 0.11 11-hexadecenoic acide 

49 39,68 1969,50 1975 42.19 Hexadecanoic acid 

50 40,76 1992,96 - 0.13 256, 213, 185, 157, 129, 111, 83, 55 

51 41,05 1999,24 2000 0.22 Eicosane 

52 43,92 2060,042 2065 0.11 Heptadecanoic acid 

53 45,52 2093,96 2095,2 0.66 

9,12- octadecdienoic acid, methyl 

ester 

54 45,83 2100,63 2092 1.31 9-octadecenoic acid, methyl ester 

55 47,28 2137,14 2135 1.7 

9.12-octadecdienoic acid,(Z,Z), 

methyl ester 

56 47,59 2144,87 2143.9 7.72 9-octadecenoic acid 

57 48,48 2167,35 - 0.31 

284, 241, 213, 185, 157, 129,106, 83, 

58 50,46 2226,83 - 0.04 

55 

281, 256, 233, 207,165, 137, 109, 82, 

55 

59 52,35 2299,65 2300 0.13 Tricosane 

60 56,03 2499,11 2500 0.16 Pentadecane 

Chapitre II 

II.2.9 

Activité antioxydante 

But : Détermination in vitro du pouvoir antioxydant d’extraits DCM et méthanolique de la 

plante Scorzonera Undulata par la réduction du radical organique DPPH. 

Principe : 

La méthode de mesure du pouvoir antioxydant par le DPPH repose sur la capacité d’un 

composé à réduire le DPPH° [19]: 

71

Chapitre II 

DPPH° + AH DPPH – H + A° 

La réduction se traduit par un changement de couleur de la solution qui vire du violet au 

jaune. La réaction est alors quantifiée en mesurant l’absorbance de la solution par 

spectrophotométrie à 515 nm. Chaque composé antioxydant réagit avec le DPPH (1,1-diphenyl- 

2-picryl-hydrayl) selon une cinétique qui lui est propre. 

Un test est réalisé avec un échantillon de la solution antioxydante à des dilutions 

différentes. A l’aide de l’appareil : thermo electron multiskan et le logiciel Ascent Software, 

l’absorbance est mesurée à λ 515 nm toutes les minutes jusqu’à atteindre un plateau. 

On détermine alors par lecture graphique la quantité d’oxydant /mg DPPH nécessaire pour 

dégrader 50% du DPPH soit IC 50 ainsi que le pouvoir anti radicalaire (Anti Radical Power : 

ARP). 

II.2.9.1 

Technique 

Matériel : 

Microplaque avec 96 puits 

Appareil Multiskan Ex (Thermo electron corporation) 

Logiciel : Ascent Software 2.6 

Essai effectué 1 fois d’abord pour savoir si l’échantillon répond au test ; puis si réponse 

positive, effectuer le test 2 ou 3 fois sur le même échantillon. 

Echantillons à tester : peser environ exactement 10 mg de l’échantillon à tester dans 1 mL de 

méthanol (solution mère E1) ; vérifier la dissolution. 

Expérience effectuée sur 6 concentrations différentes de l’échantillon en ordre décroissant, 

dilués dans le méthanol : 

c'est-à-dire à partir de la solution mère (E 1 ) effectuer une dilution au ½ (soit E 2 au 1/2), puis 

de E 2 effectuer une dilution au ½ (soit E 3 au 1/4), 

puis de E 3 effectuer une solution au 1/2 (soit E 4 au 1/8), 

puis de E 4 une dilution au 1/2 (soit E 5 au 1/16), 

puis de E 5 une dilution au 1/2 (soit E 6 au 1/32). 

72

Chapitre II 

• Témoin 100% DPPH dans le méthanol (environ exactement 4 mg de DPPH dans 50 mL de 

méthanol) ; à préparer extemporanément. 

• Blanc réactif : 100% de méthanol 

• Témoin Trolox : peser environ exactement 50 mg dans 10 mL de méthanol. 

Effectuer les dilutions au ½, ¼, 1/8, 1/16, 1/32 comme pour les essais. 

• Témoin Acide chlorogénique : peser environ exactement 10 mg dans 10 mL de méthanol 

Effectuer les dilutions au ½, ¼, 1/8, 1/16, 1/32 comme pour les essais. 

• Préparer la feuille de route ci-jointe. 

• Remplir la microplaque à 96 puits selon le tableau 

• Lecture à 515 nm en effectuant une cinétique durant 45 minutes environ jusqu’à stabilisation 

de la réaction, lecture toutes les 10 secondes. 

II.2.9.2 

Résultats 

• Tracer la courbe de la cinétique de la disparition du DPPH en présence de l’échantillon à 

tester en fonction du temps pour déterminer le temps de stabilisation de la réaction et pouvoir 

effectuer la lecture de l’absorbance du produit. 

Convertir les mesures d’absorbance en % DPPH restant 

• Tracer la courbe % DPPH restant en fonction da la quantité de l’échantillon antioxydant/mole 

DPPH ou mg DPPH 

a. Déterminer par lecture graphique la quantité d’antioxydant/mole DPPH nécessaire pour 

dégrader 50% de DPPH soit IC 50 exprimée en mg/mg de DPPH 

A. Calcul du pouvoir antiradicalaire (AntiRadical Power = ARP) 

ARP=1/IC 50 

Remarque : on peut calculer IC 50 en mg/ml d’antioxydant en faisant alors le calcul inverse. 

B. [DPPH dans l’essai] 

[DPPH] en mg/mL (peser environ 4 mg dans 50 mL de méthanol) 

Soit PE : 200µL et volume final 220µL 

73

Chapitre II 

[DPPH dans l’essai] = 

[DPPH] en mg/mg * 200 

220 

= 

[DPPH] en mg/mg 

1,1 

C. [essai à tester] 

Soit x mg d’antioxydant à tester dilué dans y mL de méthanol et on effectue 5 dilutions 

décroissantes de cette solution 

PE 20µL et volume final 220µL 

[Solution à tester] = 

[solution dans la fiole] en mg/mL 

11 

[solution dans la fiole] en mg/mL * 20 

220 

= 

[essai 1] [solution dans la fiole] en mg/mL * 0,1 

[DPPH] 

= 

[DPPH] 

Absorbance DPPH restant en = 

moyenne des absorbances de l’essai à [1] – blanc réactif * 100 

moyenne des absorbances du 100% DPPH – blanc réactif dans le milieu réactionnel % 

Tableau [II. 8] : Résultats activité antioxydante d’extrait DCM 

Pesée en mg Dissous dans x ml Mg /ml, ou µg/ l 

10.16 1 10.16 

1 2 3 4 5 6 

Quantité d’oxydant testée / fiole 10.16 5.08 2.54 1.27 1 0 

[essai 1] / [DPPH] 9.86 4.93 2.47 1.23 0.62 0.31 0 

0.514 0.725 0.893 1.015 1.117 1.164 

Moyenne des absorbances Iues 0.514 0.725 0.893 1.015 1.117 1.164 

Moyenne – Blanc Réactif 0.480 0.691 0.859 0.981 1.083 1.130 

Absorbance DPPH restant en % 48.37 69.63 86.56 98.86 109.14 113.87 100 

74

Chapitre II 

. 

Figure [II.10] : Evaluation de l’activité antioxydante des d’extrait DCM. 

Tableau [II.9] : Résultats activité antioxydante d’extrait méthanolique. 

Pesée en mg Dissous dans x ml Mg /ml, ou µg/ l 

13 1 13 

1 2 3 4 5 6 

Quantité d’oxydant testée fiole 13 6.5 3.25 1.625 1 0 

[essai 1] / [DPPH] 12 ,62 6.31 3.16 1.58 0.79 0.39 0 

0.131 0.123 0.109 0.109 0.334 0.659 

0.143 0.119 0.108 0.103 0.465 0.67 

Moyenne des absorbances Iues 0.137 0.121 0.109 0.106 0.400 0.665 

Moyenne – Blanc Réactif 0.103 0.087 0.075 0.072 0.366 0.631 

Absorbance DPPH restant en % 10.38 8.77 7.51 7.26 36.83 63.54 100 

Figure [II.11] : Evaluation de l’activité antioxydante des d’extrait méthanolique. 

75

Chapitre II 

II.2.10 Activité antimicrobienne 

II.2.10.1 préparation des dilutions des huiles essentielles 

Après extraction de l’HE par hydrodistillation, on prépare plusieurs dilution à 1/2 , 1/4 

, 1/8, 1/16, pour avoir 4 concentrations. 

II.2.10.2 Ensemencement de la souche bactérienne 

La souche Escherichia coli fournie par le laboratoire de bactériologie de l’hôpital Ain 

Beida a été ensemencée dans un bouillon nutritif dans l’étuve à 37 0 C pendant 18 h, avant de 

l’utiliser pour l’activité antibactérienne. 

II.2.10.3 Teste de l’activité inhibitrice 

a. Culture de la bactérie 

On prend quelques gouttes du bouillon nutritif contenant la souche bactérienne à l’aide 

d’une pipette pasteur, puis on les met sur gélose nutritive dans une boite de pétri, on agite 

légèrement pour favoriser une bonne répartition du bouillon nutritif. 

b. Application des disques 

Dans chaque concentration des huiles, un disque stérilisé a été trompé jusqu'à saturation. 

Puis les quatre disques à différentes concentrations ont été placés sur la boite de pétri ce dernier 

est mise à 37 o C pendant 18 h. 

c. La lecture 

La lecture se fait en mesurant le diamètre d’inhibition en millimètre, ce diamètre 

détermine l’efficacité de la matière active. 

76

Chapitre II 

1/4 

1/2 

1/8 1/16 

Escherichia coli 

Figure [II.12] : La zone d’inhibition est très claire dans les concentrations. 

d. Résultats 

1/2 : diamètre d’inhibition est de 1,6 cm 

1/4 : diamètre est de 1,3 cm 

1/8: diamètre est de 1,1 cm 

1/16: pas d’inhibition 

77

Chapitre II 


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79

Chapitre III

Chapitre III 

III. Détermination structurale des composés isolés 

• Appareillages 

1. Spectrométrie de masse : 

Les spectres de masse à haute résolution en ionisation chimique (CI) ont été réalisés 

sur un spectromètre Thermo-Finnigan Mat 95XL, alors que les spectres de masse à basse 

résolution et en mode électrospray (ESI) sont enregistrés sur un spectromètre à trap d’ion 

Thermo LCQ Advantage. 

2. Spectroscopie de RMN : 

Les spectres RMN ont été enregistrés sur les spectromètres Bruker soit DRX 500 ou 

DRX 300 MHz pour 1 H et 125 ou 75 pour 13 C, respectivement. Les solvants deutérés 

utilisés sont précisés, selon la solubilité des composés. Les données sont traitées à l’aide du 

logiciel WIN-NMR. 

3. Spectrométrie UV-Visible 

Les spectres UV-visible des composés isolés sont enregistrés dans le MeOH sur un 

spectrophotomètre Shimadzu UV-1240. 

80

Chapitre III 

III.1 Le composé SU23a 

29 30 

19 21 

12 

25 26 

O 

1 

8 

3 5 

2 , 1 , O 

27 

15 

17 

28 

23 

24 

Figure [III.1] : Acétate de β-amyrine (Oléan-12-èn-3β-ol, acétate). 

Il s’agit d’un triterpène pentacyclique acylé à squelette amyrine appelé également 

12-oléanèn-3-yl acétate. Composé répandu dans le règne végétal, il a été isolé notamment 

de Cynanchum thesioides [1]. 

Sa formule brute C 32 H 52 O 2 a été déduite du spectre de masse enregistré en mode 

(EI + ). Il montre un pic à m/z 468, correspondant au poids moléculaire de l’acétate de β- 

amyrine (figure III.2). 

Figure [III.2] : Spectre de masse du composé SU23a. 

81

Chapitre III 

Ce spectre est en accord avec les données de la banque de données interrogée (figure 

III.3). Par ailleurs, on y retrouve les fragments caractéristiques et décrits dans la littérature 

(figure III.4) [2]. 

Figure [III.3] : Spectre de masse de l’acétate de β-amyrine (spectre de la banque de données). 

82

Chapitre III 

[- OOCH 3 ] 

H 3 COO 

m/z 468 m/z 408 

E 

E 

C 

D 

C 

D 

+ 

- 

m/z 218 m/z 203 

E 

C 

+ 

D 

- 

m/z 189 

Figure [III.4] : Les principales fragmentations d’acétate de β-amyrine [2]. 

Le spectre RMN 13 C (figure III.5) du produit SU23a montre dans la région 

« blindée », 8 signaux entre 15.7 et 28.7 ppm correspondant aux huit méthyles angulaires 

d’un squelette triterpénique pentacyclique et dans la région « déblindée », trois signaux 

83

Chapitre III 

résonnant à 124,3, 139,6 et 171,0 ppm attribuables respectivement à un carbone éthylénique 

(CH) et deux carbones quaternaires. 

84

Chapitre III 

C-2 , 

8 méthyles 

C-12 

C-3 

10 méthylènes 

Figure [III.6] : Spectre de DEPT135 du composé SU23a. 

Le spectre RMN 1 H (figure III.7) présente à champ fort huit signaux singulets 

fins attribuables aux groupements méthyles résonant à δ 0.87 (3H, s, H-23), 0.88 (3H, s, 

H-24), 0.98 (3H, s, H-25), 1.01 (3H, s, H-26), 1.07 (3H, s, H-27), 0.80 (3H, s, H-28), 0.80 

(3H, s, H-29), 0.91 (3H, s, H-30) et un massif de protons résonant entre 0.91 à 1.90 ppm 

correspondant aux -CH et -CH 2 des cinq cycles. Il montre aussi à champ faible, deux 

signaux résonant sous forme de triplet à 5.12 et multiplet à 4.4 ppm, correspondant 

respectivement à un proton de type oxyméthine (H-3) et un proton éthylénique. La valeur 

du déplacement chimique de H-3 suggère une acylation au niveau du carbone C-3, plus 

précisément par un groupement CH 3 CO au regard d’un signal singulet d’intégration 3H 

résonant à 2.05 ppm. L’expérience HSQC permet d’identifier les carbones qui les portent 

(figure III.11). Ils résonnent respectivement à 80.9 (C-3) et 124.3 ppm. La multiplicité de 

H-12 (t, J= 3.57 Hz). 

85

Chapitre III 

CH 3 CO 

8 méthyles 

H-12 

H-3 

Figure [III.7] : Spectre de 1 H-RMN (CDCl 3 , 300 MHz) du composé SU23a. 

L’élucidation structurale du composé est initiée à partir d’un carbone bien 

identifiable tel que C-3. Ce dernier présente en HMBC (figure III.8a-b), des corrélations 

avec les protons H-1 (δ 1.64-1.90), H-2 (δ 1.60-1.63), H-5 (δ 0.83), les protons des 

groupements méthyles Me-23 (δ 0.88) et Me-24 (δ 0.87) ainsi qu’avec les protons du 

groupement acétoxy CH 3 COO résonant à 2.05 ppm lié au carbone C-3. Le proton H-3 

corrèle avec les carbones C-2 (δ 23.6), C-23 (δ 28.1), C-24 (δ 16.7) et un carbone 

quaternaire fortement « déblindé » résonant à 171,0 ppm attribuable au carbonyle du 

groupement acyle Me-CO. 

86

Chapitre III 

H-12 : C-8 

H-12 : C-9 

H-12 : C-18 

H-11 : C13 

H-27 : C13 

H-3 :C1 , CH 3 CO : 1 , 

Figure [III.8a] : Spectre HMBC du composé SU23a. 

H 3 C 

CH 3 

CH 3 

H 

H 

CH 3 

H 

CH 3 

H 3 C 

O 

O 

H 

H 3 C 

CH 3 

Figure [III.9] : Principales corrélations HMBC du composé SU23a. 

87

Chapitre III 

H-25 : C-9 /H-26 : C-9 

H-28: C-18 

H-23: C-4/ H-24:C-4 

H-23: C-3/ H-24:C-3 

Figure [III.8b] : Agrandissement du spectre HMBC du composé SU23a. 

L’expérience de corrélation COSY 1 H- 1 H (figure III.10) montre les couplages entre 

le proton H-9 et les protons H-11 (δ 1.55-1.90). Ces derniers corrèlent à leur tour avec un 

proton déblindé résonant à 5.12 ppm qui ne peut être que le proton éthylénique H-12 porté 

par le carbone C-12 résonant à 124.3 ppm d’après le spectre HSQC (figure III.11). Le 

deuxième carbone éthylénique C-13 est repéré à 139.6 ppm en vertu de sa corrélation 

HMBC avec les protons du groupement méthyle Me-27 (δ 1.07). Ces derniers corrèlent 

avec les carbones quaternaires C-8 (δ 41.5) et C-13 (δ 139.6), C-14 (δ 42.1) et carbone 

méthylénique C-15 (δ 26.6). La double liaison se trouve ainsi localisée en ∆ 12-13 , suggérant 

en conséquence qu’on est en présence d’un triterpène pentacyclique à squelette amyrine. 

. 

88

Chapitre III 

H-2 : H-3 

H-9 : H-11 

H-11 ; H-12 

Figure [III.10] : Spectre COSY du composé SU23a. 

H-2 , :C-2 , 

H-3 : C-3 

H-12 : C-12 

Figure [III.11] : Les principales corrélations HSQC du composé SU23a. 

89

Chapitre III 

Tableau [III.1] : Données spectrales du composé SU23a 

Position δH m J Hz δC 

1 1 .64 - 1.90 m 38.4 

2 1.60 - 1.63 m 23.6 

3 4.5 m 80.9 

4 - 37.7 

5 0.83 m 55.2 

6 1.52 m 18.2 

7 1.56 -1.37 m 32.8 

8 - 41.5 

9 1.55 m 47.6 

10 - 36.8 

11 1.90 - 2.00 m 28.1 

12 5.12 t 3.57 124.3 

13 - 139.6 

14 - 42.1 

15 0.92 m 26.6 

16 1.261 m 31.2 

17 - 40,0 

18 1.32 m 59,0 

19 0.92 m 28.1 

20 - 33.7 

21 0.91 m 39.6 

22 1.32 m 39.6 

23 0.88 s 28.1 

24 0.87 s 16.7 

25 0.98 s 15.7 

26 1.01 s 16.8 

27 1.07 s 23.2 

28 0.8 s 17.5 

29 0.8 s 28.7 

30 0.91 s 21.3 

1 , - 171 

2 , 2.04 s 21.3 

90

Chapitre III 

III.2 

Identification du mélange SU 37a 

Isolé sous forme de poudre blanche, SU37a absorbe peu sous UV à 254 nm et à 

366 nm ; sur CCM, il se colore en violette après révélation à la vanilline sulfurique et 

chauffage. On observe un R f de 0,45 dans un système hexane : dichlorométhane (70:30) 

sur silice normale. 

Le spectre de masse (figure III-12 à III.14) réalisé en impact électronique (EI + 

VE+ LMR) donne les fragments suivants qui caractérisent un mélange composé du : 

- β Sitosterol avec : (m/z) : 414 (M + ), 396, 329, 303, 255 (figure III.13). 

et 

- Stigmasterol, dont les fragmentations principales sont : (m/z) : 412 (M + ), 396, 351, 327, 

300, 271, 255, 231 (figure III.14). 

Figure [III.12] : Spectre de masse du SU37a. 

91

Chapitre III 

Figure [III.13] : Spectre de masse du composé β-sitostérol. 

Figure [III.14] : Spectre de masse du composé Stigmastérol. 

92

Chapitre III 

Le spectre RMN du proton 1 H (CDCl 3 , 300 MHz) (figure III.16) présente des 

signaux allant de 0.68 à 5.3 ppm. On peut distinguer une série de pics très denses dans 

l’intervalle 0.68 ppm à 2.28 ppm. Ceci signe la présence de protons aliphatiques. Ce spectre 

est caractéristique des dérivés stéroïdiques. Un multiplet observé à 3.53 ppm correspondant 

à un proton porté par un carbone en alpha d’un groupement hydroxyle. Le signal à 5.11 

ppm et 5.14 ppm, correspondant aux déplacements chimiques des protons éthyléniques. 

D’autre part, nous identifions un doublet éthylénique à δ 5.35 ppm. 

La comparaison avec les bases de données de la littérature (bases de données 

Sigma-Aldrich) (figure III.17 et III.18) nous oriente vers les phytostérols. Du fait des 

éthyléniques présents, notre attention se porte plus particulièrement vers le stigmastérol et 

le β-sitostérol. . 

19 

11 

21 

20 

18 

17 

23 

19 

11 

18 

21 

20 

17 

23 

10 

15 

10 

15 

HO 3 5 

7 

HO 3 5 

7 

β-sitostérol 

Stigmastérol 

Figure [III.15] : Structures du mélange SU37a. 

Figure [III.16] : Spectre 1 H-RMN (CDCl 3 , 300 MHz) du SU37a. 

93

Chapitre III 

Figure [III.17] : Spectre 1 H-RMN (CDCl 3 , 300 MHz) du β-sitostérol. 

(Source : www.sigmaaldrich.com) 

Figure [III.18] : Spectre 1 H-RMN (CDCl 3 , 300 MHz) du stigmastérol. 

(Source : www.sigmaaldrich.com) 

Ainsi, le mélange SU37a est constitué de β-sitostérol et de stigmastérol. Ces 

composés font partie des stérols largement répandus dans le règne végétal, et ont déjà été 

mentionnés notamment dans les parties aériennes (feuilles et tiges) de Mirabilis jalapa 

Linn. [3]; et également dans les racines où les auteurs décrivent un mélange identique à 

celui décrit dans notre étude [4]. 

94

Chapitre III 

III.3 Interprétation de produit SU50 i 

HO 

7 

OCH 3 

8 

8a 

O 

H 

2 

H 

3 , 

2 , 

1 , 6 , 

OCH 3 

4 , 

5 , 

H 

6 

H 5 

4a 

4 

3 

H 

H 

OH 

O 

Figure [III.19] : (Galangustin) (Isoscutellarein-8,4 ' -diméthyle éther). 

Le composé SU50i se présente sous forme de laine de verre jaune. Il a été isolé 

notamment de G. angustifolia [5]. 

Tableau [III.2] : Données spectrales du composé SU50i. 

Réactif Bande II Bande I 

MeOH 275.5 296.5 - 319.5 359.5 - 

MeOH + NaOH 211 284 302 374 - - 

AlCl 3 283 308 - 343 397 - 

AlCl 3 + HCl 282.5 307 .5 - 340.5 395.5 - 

NaOAc 276 284 302 346 - - 

NaOAc 

+H 3 BO 3 

276 - 300 320 349 450 

Le spectre d’absorption UV-visible montrait un maximum à 275.5 nm relatif à la 

bande II, autre à 319.5nm, relatif à la bande I. La valeur du maximum d'adsorption de la 

bande I à 319.5 nm du spectre UV-visible enregistré dans le méthanol montre qu'on est en 

présence d'un proton en position 3 qu’il s’agit d’un flavonoïde de type flavone [6]. 

95

Chapitre III 

Le spectre méthanol en présence de AlCl 3 présente un déplacement bathochrome de 

la bande I par rapport au spectre méthanol neutre de 40 nm ce qui montre la présence de 

l'hydroxyle libre en position 5. Le spectre AlCl 3 + HCl ne s'accompagne pas d'un effet 

hypsochrome de la bande I par rapport au spectre AlCl 3 ce qui milite pour l’absence d'un 

système orthodihydroxylé sur les noyaux A et B. 

Le spectre méthanol après addition de NaOAc présente un déplacement de la bande 

II par rapport au spectre méthanol (8.5 nm) ce qui montre la substitution de la position 7. 

Le spectre méthanol après addition de NaOH présente un déplacement bathochrome 

de la bande I par rapport au spectre méthanol (54.5 nm) avec diminution de la densité 

optique ce qui montre la substitution de la position 4'. 

MeOH 

MeOH + NaOAc 

AlCl 3 

AlCl 3 + HCl 

96

Chapitre III 

MeOH + NaOH 

5 min aprés 

MeOH + NaOAc 

+ H 3 BO 3 

Figure [III.20] : Spectres UV avec les réactifs de déplacement du composé SU50i. 

C’est grâce aux donnés spectrales RMN du 1 H et du 13 C, (tableau III.3), que l’on 

peut confirmer que le composé SU50 i est un flavonoïde. Cette molécule a un spectre RMN 

1 H (300 Hz dans le DMSO-d 6 ) (figure III.21) qui comporte un signal à δ 6.28 (1H, s) qui est 

caractéristique d’un proton aromatique. Il correspond à H-6 du cycle A du noyau de base 

des flavonoïdes. La substitution du noyau B est indiquée par la présence de deux couples de 

doublets couplant en position ortho à 7.98 (d, J = 8.9 Hz) et 7.98 (d, J = 8.9 Hz) pour H-2’ 

et H-6’, et δ 7.10 (d, J = 8.9 Hz) et 7.1 (d, J = 8.9 Hz) pour H-3’ et H-5’. Un signal à 6,85 

ppm (1H, s) correspond au H-3 du cycle C. On observe aussi un signal sous forme de 

singulet à 3,84 ppm (intégration pour 6 protons), correspondant à deux groupements 

méthoxyle. Par ailleurs, on observe un signal déblindé résonant à 12.58 ppm sous forme 

d’un singulet : ceci est caractéristique d’une fonction OH-C 5 en position 5, au voisinage (en 

γ) d’un groupement carbonyle. 

97

Chapitre III 

OH-C 5 

H-3 / /5 / 

H-2 / /6 / H-3 

H-6 

2×OMe 

Figure [III.21] : Spectre de 1 H-RMN (DMSO-d 6 , 300 Hz) du composé SU50i. 

Le spectre RMN du 13 C (DMSO-d 6, 75 MHz) (figure III.22), indique la présence 

de 17 carbones. Parmi ceux-ci, nous distinguons neuf carbones quaternaires dont un 

groupement carbonyle (δ C 181.9 ppm), le carbone-3 caractéristique d’un flavone (δ C 

103.3 ppm), et cinq CH aromatiques δ 99.0 ; δ 128.2 ; δ 2×114.7 et à δ 128.2 .La présence 

de deux groupements méthoxyles est confirmée par les carbones situés à 55.5 et δ 61.0 

ppm [7]. La formule brute est déterminée comme étant C 17 H 14 O 6 . 

98

Chapitre III 

solvant 

C-1 / C-3 / /5 , C-4a 

C-7 C-5 

C-8 

C-2 / /6 , 

OMe 

OMe 

C-4 

C-4 / 

C-3 

C-2 

C-8a 

C-6 

Figure [III.22] : Spectre de 13 C-RMN (DMSO-d 6 , 75 MHz) du composé SU50i. 

Ainsi, l’ensemble des données UV-visible et RMN permettent de définir le 

composé SU 50i comme étant l’isoscutellarine. Ce composé fait partie des flavonoïdes très 

rarement répandus dans le règne végétal, et a déjà été mentionné notamment dans les 

parties aériennes de G. angustifolia [5]. 

99

Chapitre III 

Tableau [III.3] : Données spectrales du composé SU50i. 

Position 

1 H, δ (ppm), m J (Hz) 

13 C, δ (ppm) 

2 - - 163.1 

3 6.85 s - 103.3 

4 - - 181.9 

5 12.58 OH-C 5 - 156.2 

6 6.28 s - 99 

7 - - 157.1 

8 - - 127.7 

8a - - 149.5 

4a - - 103.5 

1 , - - 122.9 

2 , 7.98 d 8.9 128.2 

3 , 7.1d 8.9 114.7 

4 , - - 162.3 

5 , 7.1d 8.9 114.7 

6 , 7.98 d 8.9 128.2 

OMe-C8 3.84 - 60 

OMe-C-4 , 3.84 - 55.6 

100

Chapitre III 

III.4 Interprétation de composé SU56c 

HO 

H 

6 , 

H 

4 , H 

5 , O 

HO 

HO 

O 8 

3 , 7 

H 

2, 1 , 

8 a 

OH 

H 

H 

6 

HO 

5 

4 a 

O 

4 

2 

3 

H 

O 

H 

H 

Figure [III.23] : Cichoriine (esculoside-7-O-β-D-glucoside) (2H-1-Benzopyran-2- (β-Dglucopyranosyloxy)-6-hydroxy). 

Tableau [III.4] : Données des spectres UV avec les réactifs de déplacement du composé 

SU56c. 

Me OH 226.5 257 287.5 339.5 

MeOH + AlCl 3 226.5 257.5 288.5 346.6 

Me OH + 

AlCl 3 + HCl 

Me OH + 

NaOH 

226.5 - 289.5 340.5 

215 246.0 273.5 – 302 384.5 

Me OH + 

NaOH + 5 , 215 - 273.5 – 302 385 

MeOH + 

acétate de Na 

Me OH + 

acétate de Na 

+ H 3 BO 3 

214.5 246.5 281.5 346.5 

216 257 286 343 

Le composé SU56c se présente sous forme d’une poudre blanche. Le spectre 

d’absorption UV dans le méthanol (figure III.24) montre quatre maxima à 226.5, 257.5, 

287.5 et 346.6 nm caractéristiques d'une coumarine [8]. 

101

Chapitre III 

Figure [III.24] : Spectres UV-visible du composé SU56c. 

102

Chapitre III 

H-8 

H-5 

Protons de Sucre 

H-4 

H-3 

H-1 , 

Figure [III.25] : Spectre de 1 H-RMN (500 Hz, DMSO-d 6 ) du composé SU56c. 

Le spectre RMN 1 H (500 Hz, DMSO-d 6 ) (figure III.25) permet de mettre en 

évidence la présence de deux signaux qui apparaissent à δ 7.90 ppm (1H, d, J = 9.9 Hz) et 

6.28 ppm (1H, d, J = 8.8 Hz) sont attribués aux protons du cycle pyranne H-4 et H-3. Deux 

autres signaux à δ 7.08 ppm (1H, s) et 7.12 ppm (1H, s) correspondent aux protons du cycle 

aromatique, H-5 et H-8. Ceci est confirmé par les résultats de l’expérience COSY (figure 

III.28) qui représente les points de corrélations entre les protons H-4 (7.90 ppm) et H-3 

(6.28 ppm). La partie osidique est représentée par le pic anomérique résonant à 4,92 ppm 

avec une constante de couplage de 7,2 Hz : ceci montre que le sucre est de configuration β. 

Le proton H-2’ (3,32 ppm) est localisé grâce à la corrélation avec H-1’ (4,92 ppm). 

103

Chapitre III 

C-7 

C-2 

C-8a 

c-4 

C-6 

O-Sucre 

C-8 Sucre 

Figure [III.26] : Spectre de carbone (DMSO-d 6 , 75 MHz) du composé SU56c. 

L’analyse de spectre RMN 13 C (DMSO-d 6, 75 MHz) (figure III.26) révèle la présence 

de quinze atomes de carbone dans la structure du composé SU56c. L'analyse du spectre 

DEPT 135 (figure III.27) a fourni plus d'indications, parmi ces atomes de carbone : on 

dénombre un CH 2 et, par déduction, sept carbones quaternaires. On y observe également un 

signal à δ 143.6 relatif au groupement hydroxyle liée au carbone 6. 

Le spectre RMN 13 C montre bien la présence du sucre dont la majorité des carbones 

résonnent entre 60.8 et 101.0 ppm, correspondant au carbone anomérique C1'. Le proton 

anomérique corrèle avec ce carbone sur le spectre HSQC (figure III.29). 

104

Chapitre III 

C-4 

C-3 

C-5 

C-8 

C-3 , C-5 , C-2 , 

C-4 , 

C-1 , C-1 , 

6 , 

Figure [III.27] : Spectre de DEPT 135 du compose SU56c. 

La réalisation de l’expérience HSQC (figure III.29) a conduit à l’établissement des 

connections géminales 1 H- 13 C ( 1 J C-H ). Il a pu être démontré que les protons localisés à δ 

7.90, 7.08, 7.12 et 4.92 étaient liés aux carbones respectivement situés à δ 144.3, 112.7, 

103.4 et 101.0. 

105

Chapitre III 

H1 , :H2 ,, 

H3 :H4 

Figure [III.28] : Spectre COSY 1 H- 1 H du composé SU56c. 

H-8 : C-8 

H-1 , : C-1 , 

H-4 : C-4 

H-5 : C-5 

Figure [III.29] : Spectre HSQC du composé SU56c. 

106

Chapitre III 

L’enregistrement du spectre HMBC (observation des corrélations hétéronucléaires 

longue distance ( 2 J C-H et 3 J C-H )) (figure III.30) a montré les corrélations entre les protons 

résonant à 4.92 ppm et le carbone situé à 148.8 ppm. Cette expérience a montré aussi des 

crêtes de corrélation entre le carbone résonant à 160.7 ppm et le proton à 7.90 ppm. Pour 

confirmer la position de sucre, l’expérience nOe différentielle (figure III.31) a montré le 

couplage entre le proton anomérique (4.93 ppm) et proton à 7.12 ppm (H-8). 

H-1 , : C-3 , 

H-4 : C-3 

H-5 , : C-3 

H-1 , : C-7 

H-4 : C-2 

H-3 : C-2 

Figure [III.30] : Spectre HMBC du composé SU56c. 

107

Chapitre III 

Couplage entre le proton H-8 : H-1 , 

Figure [III.31] : nOe différentielle du composé SU56c. 

108

Chapitre III 

Tableau [III.5] : Données spectrales du composé du composé SU56c. 

Position 

1 H J 

13 C COSY HMBC 

1 - - - - - 

2 - - 160.7 - - 

3 6.28 d 9.8 113.5 - - 

4 7.90 d 9.8 144.3 6,28-7.90 103.4 – 112.7 – 147.8 – 160.7 

4a - - 113.0 - - 

5 7.08 s - 112.7 - 113.0 –143.6 – 148.8 -160.7 

6 - - 143.6 - - 

7 - - 148.8 - - 

8 7.12 s - 103.4 3.45 - 6.28 113.0 – 143.6 – 147.8 – 148.8 

8a - - 147 .8 - - 

1 , 4.92 d 7.2 101 - 69.8 -75.8 -77.3 – 148.8 

2 , 3.32 - 73.2 - - 

3 , 3.45 - 77.3 60.8 – 69.8 – 75.8 – 101.0 

4 , 3.16 - 69.8 - - 

5 , 3 .31 - 75.8 - - 

6 , 3.30 - 60.8 - - 

109

Chapitre III 

III.5 le composé SU70a 

OH 

HO 

5 

4 

A 

3 

2 

HO 

HO 

6 

8 

1 7 

O OH 

Me 9 

G 

R 6 

6 OH 

O 

R O 

3 , 5 

G 

R 5 

4 G 

O 

2 , 4 

R 

8 , 4 , 

3 R 1 

R 2 

G 3 G 1 

B 

G 1 , 

2 

O 

5 , 

H 

O 

OH 

OH 

7 , 6 , 

OH 

Figure [III.32] : Actéoside (β-D-glucopyranoside, 2-(3,4-dihydroxyphenyl)ethyl 3-O- (6- 

deoxy-α-L-mannopyranosyl)-, 4-[(2E)-3-(3,4- 

dihydroxyphenyl)-2-propenoate] ). 

Il s’agit actéoside. Il a été isolé notamment d’Acanthus ilicifolius [9]. 

Le spectre de masse ESI-MS du composé SU70a montre en modes positif (figure III.33) et 

négatif respectivement des ions à m/z 647.2 [M+Na] + et 1270.8 [2M+Na] + , m/z 623.2 

[M-H] - et 658.9 [M+Cl] + , m/z 1246.7 [2M-H] + et 1382.7 [2M+Cl] + . Ceci correspond à une 

masse moléculaire de 624 uma et une formule brute C 29 H 36 O 15 

Figure [III.33] : Spectre de masse du composé SU70a. 

110

Chapitre III 

Tableau [III.6] : Données des spectres UV avec les réactifs de déplacement du composé 

SU70a. 

MeOH 205 219 247 291 331 

AlCl 3 207 - 263 303 364 

AlCl 3 + HCl 205 220 249 290 332 

NaOH 

Après 5 \ 210 - 260 297 380 

NaOAc 210 - 249 290 331 

NaOAc + 

H 3 BO 3 

212 - 256 294 354 

+ NaOH 

MeOH 

5 min après 

+ AlCl 3 

+ AlCl 3 + HCl 

111

Chapitre III 

+ NaOAc + NaOAc + H 3 BO 3 

Figure [III.34] : Spectres UV-visible du composé SU70a. 

Le spectre d’absorption UV montrait quatre maximums à 205, 219, 247, 291 et 331 

nm, caractéristiques d’un actéoside [10]. 

Le spectre méthanol après addition de NaOH présente un déplacement bathochrome 

de la bande I par rapport au spectre méthanol (49 nm) avec diminution de la densité 

optique ce qui montre la substitution de la position 4'. 

Le spectre méthanol en présence de AlCl 3 présente un déplacement de la bande I par 

rapport au spectre (MeOH + AlCl 3 + HCl) (32 nm) ce qui montre pour la présence d'un 

système orthodihydroxylé sur les noyaux B. 

Le spectre H 3 BO 3 s'accompagne d'un effet bathochrome de la bande I par rapport au 

spectre méthanol (24 nm) ce qui milite pour la présence d'un système orthodihydroxylé sur 

les noyaux A (4, 5 -diOH). 

112

Chapitre III 

H-3 

H-5’ 

H-7 

H-2 

H-6 

H-2’ 

H-6’ 

H-8 

H-R 1 

H-G 1 

H-7’ 

R 6 

Figure [III.35] : Spectre RMN- 1 H (CD 3 OD, 300 MHz) du composé SU70a. 

Le spectre RMN 1 H dans le (CD 3 OD, 300 MHz) (figure III.35) présente différents 

signaux s’étalant de 1.07 à 7.61 ppm : 

- δ 2.77 ppm un signal résonnant sous forme de triplet (J= 7.0 Hz) et un autre signal à 

4.04 ppm sous forme de multiplet intégrant pour 2 H correspondent à des CH 2 

aliphatiques. 

- Entre 6.24 et 7.58 ppm, de nombreux signaux intégrant chacun pour 1H, 

correspondent à des protons aromatiques et également éthyléniques : on peut en effet 

identifier des doublets résonnant avec des constantes correspondant à des protons 

éthyléniques : à δ 7.58 et δ 6.24 doublets avec un constante J= 15,8 Hz. Les protons 

aromatiques ont des multiplicités variées, du fait des nombreux signaux, tous ne sont pas 

précisément identifiables. Cependant des systèmes de spin faisant penser à des noyaux 

aromatiques meta/para substitués peuvent être mis en évidence : δ 7.04 (1H, s) ; δ 6.76 (1H, 

d, J= 8.1 Hz); δ 6.94 (1H, dd, J 1 = 8.2 Hz; J 2 = 1.8 Hz) pour le cycle A; et également à δ 6.65 

(1H, d, J = 8.8 Hz); δ 6.68 (1H, d, J= 1.5 Hz) ; δ 6.54 (1H, dd, J 1 = 8.1 Hz ; J 2 = 2.1 Hz). 

113

Chapitre III 

La partie osidique est représentée par les deux pics anomériques H-G 1 et H-R 1 . Les 

déplacements dans la région des sucres sont caractéristiques d’un glucose et d’un rhamnose. 

Pour le glucose, on note la configuration β grâce à la constante de couplage typique de son 

proton anomérique H-G 1 à δ 4.36 (1H, d, J= 7.7 Hz) [11]. Le rhamnose est identifié par son 

proton anomérique qui résonne à δ 5.18 ppm. Les autres protons des sucres sont situés entre 

4.91 et 1.07 ppm. Le doublet résonnant à δ 1.07 ppm, intégrant pour trois protons, est 

typique d’un groupe méthyle. 

Le spectre RMN 13 C (CD 3 OD, 75 MHz) (figure III.36) présente 29 signaux distincts 

répartis entre 18.4 et 168.3 ppm, le spectre DEPT 135 (figure III.37) a fournit plus 

d'indications, parmi ces atomes de carbone on en dénombre trois carbones secondaires 

(CH 2 ): δ 36.5 (C- 7’) ; δ 62.3 (C- G 6 ) et δ 72.2 (C- 8’) à δ 168.3 un signal attribué C-9; 

et parmi les 25 signaux restant, 07 s’avèrent être des carbones quaternaires. 

114

Chapitre III 

C4’ C5’ C3 

C9 

C4 C7 

C3’ 

C5 

C6’ 

C2 

C1’ 

C1 

C2’ 

C6 

C8 

G2 

R4 

G5 

C7’ 

R6 

G1 R1 

G3 

G6 

Figure [III.36] : Spectre RMN 13 C (CD 3 OD, 75 MHz) du composé SU70a. 

115

Chapitre III 

R 6 

C9 

G1 R1 

C8’ 

G 6 

C7’ 

Figure [III.37] : Spectre DEPT 135 du composé SU70a. 

L’attribution des déplacements chimiques des protons est corroborée par les 

expériences homonucléaire COSY, hétéronucléaire HSQC et HMBC. 

L’expérience COSY 1 H- 1 H (figure III.38) montre une corrélation entre : 

- Les éthyléniques couplent entre eux, les points de corrélations entre les protons H-7 

(7.58 ppm) et H-8 (6.24 ppm). 

- On peut également déterminer des corrélations entre les protons H-R 5 (3.55 ppm) et H- R 6 

(1.07 ppm) ainsi que H-R 1 (5.18 ppm), H-R 2 (3.58ppm) est corrélé avec H-R 3 (3.91 ppm) 

pour le rhamnose. L’on observe aussi des crêtes de corrélation entre le proton situé δ 4.36 

ppm et celui résonnant 3.38 ppm et δ 3.80 ppm et celui résonnant 4.91 ppm pour le 

glucose. 

Sur le spectre de corrélation hétéronucléaire HSQC (figure III.39), le carbone (C-7) 

résonnant à δ 148.0 ppm est corrélé avec le proton (H-7) situé à δ 7.58 ppm, le carbone 

(C-8) localisé à 114.6.ppm avec (H-8) à δ 6.24 ppm, δ C 115.2 ppm (C-6) avec δ 7,04 ppm 

(H-6), δ C 103.0 ppm (C- R 1 ) avec δ 5.18 ppm (H- R 1 ), δ C 104.1 ppm (C-G 1 ) avec δ 4.36 

ppm (H- G 1 ) et. δ 18.4 ppm (C-R 6 ) avec δ 1.07 ppm (H- R 6 ). 

La mesure du spectre de corrélations hétéronucléaires observées à longue distance HMBC 

116

Chapitre III 

(figure III.40) a montré une crête de corrélation entre le proton résonant à δ 7.58 ppm et le 

carbone situé à 168.3 ppm Ces derniers corrèlent avec le carbone 127.6 et 115.2. Cette 

dernière expérience a permis de mettre en évidence la corrélation entre le proton H-7 , 

résonnant à δ 36.5 ppm et le carbone situé à δ 131.4 ppm confirmant l’attachement de du 

carbone C-7 , au cycle B. le proton éthylénique résonant à δ 7.58 ppm avec le carbone 127.6 

ppm confirmant l’attachement de du carbone C-7 au cycle A comme le montre 

l'expérience HMBC. 

H- R 2 : H- R 3 

H- G 3 : H- G 4 

H-G 1 : H-G 2 

H-R 5 : H-R 6 

H-7:H-8 

H-R 1 : H- R 2 

Figure [III.38] : Spectre COSY du composé SU70a. 

117

Chapitre III 

H-R 6 : C-R 6 

H-6 : C-6 

H-R 1 : C- R 1 

H-G 1 : C- G 1 

H-7 : C-7 

H-8: C-8 

Figure [III.39] : Spectre HSQC du composé SU70a. 

H- R 1 : C- G 3 

H-G 1 : C- 8 , 

H- G 6 : C- G 5 

H-7: C-1 

H-7 , : C-1’ 

H-7: C-9 

H-8: C-9 

Figure [III.40] : Spectre HMBC du composé SU70a. 

118

Chapitre III 

Tableau [III.7] : Données spectrales du composé SU70a. 

Position 

13 C 

1 H HMBC 

C1 127.6 - - 

C2 123.2 6.94 (1H, dd, J= 8.2 ; 1.8 Hz) 116.5-123.2-146.7-149.7 

C3 116.5 6.76 (1H, d, J= 8.1 Hz) 

C4 149.7 - - 

C5 146.7 - 127.6-146.7-149.7 

C6 115.2 7.04 (1H) 116.5-148.0-149.7 

C7 148.0 7.58 (1H, d, J= 15.8 Hz) 115.2-123.2-127.6-168.3 

C8 114.6 6.24 (1H, d, J= 15.8 Hz) 127.6-148.0-168.3 

C9 168.3 - - 

C1’ 131.4 - - 

C2’ 116.2 6.65 (1H, d, J= 8.8 Hz) 117.1-131.4-146.0 

C3’ 146.0 - - 

C4’ 144.6 - - 

C5’ 117.1 6.68 (1H, d, J= 1.5 Hz) 121.2-131.4-146.0 

C6’ 121.2 6.54 (1H, dd, J= 8.1 ; 2.1 Hz) 117.1-144.6-146.0 

C7’ 36.5 2.77 - 2.78 (2H, t, J= 7.0 Hz) 72.2-117.1-121.2-131.4 

C8’ 72.2 4.04 - 3.72 (1H chacun, m) 36.5-104.0-131.4 

G1 104.1 4.36 (1H, d, J= 7.7 Hz) 72.2-75.9 ou 76.1 

G2 76.1 3.38 81.6-104.1 

G3 81.6 3.80 (1H, t) 70.3-72.0-75.9 ou 76.1-103.0 

G4 70.3 4.91 (1H, t) 62.3-75.9 ou76.1-81.6 

G5 75.9 3.53 - 

G6 62.3 3.537 - 3.60 (1H chacun, dd) - 

R1 103.0 5.18 (1H) 70.5-72.0-81.6 

R2 72.0 3.58 - 

R3 72.3 3.91 - 

R4 73.7 3.30 18.4-70.5 

R5 70.5 3.55 - 

R6 18.4 1.07 (3H, d, J= 6 Hz) 70.5-73.7 

Ce composé fait partie des composés phénoliques répandus dans le règne végétal, et 

ont déjà été mentionnés notamment dans les parties aériennes (feuilles et tiges) de Acanthus 

ilicifolius. [9]; et également dans plantago asiatica [12]. 

119

Chapitre III 

III.6 Le mélange SU28c 

C’est un mélange de deux composés avec un gras sous forme de poudre blanche, 

n’absorbe pas sous UV à 254 nm et à 365 nm; sur CCM, il se colore en violet après 

révélation à la vanilline sulfurique et chauffage. On observe un R f de 0,40 dans un système 

hexane dichlorométhane: (75:25) sur silice normale. 

Le spectre de masse (figure III.41) réalisé par impact électronique (IE) donne les fragments 

suivants qui caractérisent : méthyle ursolate et méthyle oleanate : (m/z): [MH] + = 469, 409, 

209, 218 [13]. 

Figure [III. 41] : Spectre de masse du mélange SU28c. 

120

Chapitre III 

O 

[- OOCCH 3 ] 

HO 

HO 

m/z 468 m/z 409 

HO 

+ 

m/z 208 m/z 218 

Figure [III.42] : Principales fragmentations du mélange SU28c. 

O 

O 

O 

O 

HO 

HO 

méthyle oléanote 

méthyle ursolate 

Figure [III.43] : Structures du mélange SU28c. 

121

Chapitre III 

Le spectre RMN du proton 1 H (CDCl 3 ; 300 MHz) (figure III.44) présente des signaux 

allant de 0,73 à 5,3 ppm. On peut distinguer une série de pics très massif dans l’intervalle 

0,73 ppm à 2,04 ppm. Le triplet observé à 4,45 ppm correspond à un proton porté par un 

carbone en alpha d’un groupement hydroxyle. Le signal à 5.3 ppm, correspond au 

déplacement chimique de proton éthylénique. La valeur du déplacement chimique de H-17 

suggère une acylation au niveau du carbone C-17, plus précisément par un groupement 

CH 3 CO [13]. 

Figure [III.44] : Spectre de proton (CDCl 3 , 300 MHz) du mélange SU28c. 

122

Chapitre III 

III.7 Interprétation des résultats des huiles essentielles 

49 

33 

47 

56 

12 

32 

46 

55 

Figure [III.45] : Chromatogramme de l’huile essentielle des racines de Scorzonera 

undulata. 

Dans l’huile essentielle des racines de scorzonera undulata les composants 

majoritaires sont : 

Les acides gras: acide hexadecanoique (42.19%) et d’autres composants appartenant 

à la famille d’acide gras n- acide tetradecanoique (11.16%) et acide 9-hexadecenoique 

(4.38%). 

Les esters font une partie considérable dans la composition de l’huile : acide 

hexadecanoique methyle ester (2.32%), 9- acide octadecenoique methyle ester (1.31%), 

Octadecanoate (2.2 %), 1,2 acide benzenedicarboxylique, bis(2-methylpropyl) ester 

(1.38%). 

Les alcools : β-Bisabolol (1.2 %), dodecanol (0.22 %) et alpha-muurolol (0.12 %). 

Les hydrocarbures saturés : Heptadecane (0.64%), Nonadecane (0. 46%), Eicosane 

(0. 22%), Pentadecane, (0. 16%) et Tricosane (0. 11%). 

On remarque que l’acide hexadecanoique est le produit majoritaire et d’après Marzi la 

plante scozonera undulata considère comme une source de l’acide palmitique [14]. 

Les produits majoritaires sont des acides gras (60.2 %), on remarque l’absence des 

monoterpènes, la présence des ester (5.85), hydrocarbure (1.96) et des sesquiterpènes. 

123

Chapitre III 

III.7.1 Etude comparative 

Une étude comparative des huiles essentielles entre la partie aérienne et les 

racines de la plante Scorzonera undulata subsp. deliciosa (Guss.) Maire est comment suit : 

Tableau [III.8] : Etude comparative des huiles essentielles. 

Scorzonera undulata 

Composés partie aérienne les racines 

2,4-decadienal % 0.5 0.12 

Dodecanol % 0.4 0.22 

Delta cadinene % Tr 0.16 

acide Hexadecanoique methyl ester % 30 .4 2.32 

acide octadecdienoique, methyl ester % 2.2 3 .67 

Hydrocarbone % 13 1.85 

III.7.2 

Test antibactérien sur Escherichia coli 

Un autre paramètre important déterminant l’activité antimicrobienne des huiles 

essentielles dépend en premier lieu du type et des caractéristiques des composants actifs, en 

particulier leur propriété hydrophobe qui leur permet de pénétrer dans la double couche 

phospholipidique de la membrane de la cellule bactérienne. Parmi les bactéries, Escherichia 

coli a été la plus étudié. Escherichia coli [15]. HE a montré la plus forte activité avec un 

diamètre de croissance de 16 mm à la dose de concentration 100 µg. 

124

Chapitre III 

III.8 

Discussion des résultats d’activité antioxydante 

L’extrait DCM de Scorzonera Undulata n’a montré aucune activité antioxydante (IC 50 

non calculable) Ceci s’explique par la présence des composés pentacyclique triterpènes. 

L’extrait méthanoliques de Scorzonera Undulata a réagi légèrement au test 

antioxydant avec le DPPH (IC 50 = 0.56) Ceci s’explique par la présence des composés 

phénoliques dans les extraits polaires, dont l’activité antiradicalaire a été largement étudiée 

[16]. 

Il faut cependant noter que cet extrait méthanolique n’ayant pas été débarrassé de leur 

sucre, il se pourrait que l’activité potentielle soit masquée, ce ci explique un effet 

légererement antiradicalaire. 

125

Chapitre III 


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126

Chapitre III 

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127

CONCLUSION GENERALE

CONCLUSION GENERALE 


L’objet de notre étude a porté sur l’étude phytochimique de la plante Scorsonera 

undulata , ainsi que sur l’évaluation de l’activité antioxydant de l’extrait apolaire et 

polaire. 

L’étude bibliographique préalable réalisée sur espèce a montré que l’on disposait que de 

peu d’information de nature chimique et/ou biologique. Au cours de nos travaux, nous 

avons isolé les métabolites secondaires majoritaires d’espèce Scorsonera. 

La méthodologie de purification a été essentiellement fondée sur la combinaison 

de différentes méthodes chromatographiques solides-liquides sur différents supports 

(chromatographie sur couche mince, chromatographie sur colonne ouverte, 

Chromatographie liquide sous vide, Chromatographie liquide à moyenne pression 

(MPLC), chromatographie par filtration sur le gel de Sephadex LH-20 et 

chromatographie liquide de haute performance). 

La détermination structurale des métabolites secondaires isolés a été réalisée 

grâce à l’utilisation de techniques physicochimiques et spectroscopiques incluant la 

spectroscopie ultraviolette (UV), la spectroscopie de masse (SM) et la spectroscopie de 

résonance magnétique (RMN). En ce qui concerne la spectrométrie de masse, des 

techniques telles que l’ionisation électronique, l’ionisation chimique et les techniques de 

haute résolution ont rendu possible la détermination du poids moléculaire ainsi que la 

formule brute des métabolites secondaires isolés. Pour la spectroscopie RMN, les 

techniques monodimensionnelles ( 1 H, 13 C, DEPT 135) et bidimensionnelles (COSY, nOe 

différentielle, HSQC, HMBC) auxquelles nous avons fait appel, nous ont permis de 

réaliser la détermination structurale définitive et sans équivoque de la plupart des 

métabolites secondaires isolés. La spectroscopie UV permis de confirmé la structure de 

flavonoïde et de coumarine. l’HPLC analytique, a été utilisé pour étudiée les différents 

fractions d’extraits polaire. 

L’étude phytochimique des racines de Scorsonera undulata a permis d’isoler 

pour la première fois dans le genre de Scorzonera deux composés: Galangustin et 

Actéoside et six autres composés un coumarine cinq triterpènes a été identifié et deux 

autres est en cours de l’identification (flavonoide et triterpène). 

• Acétate de β amyrine 

128


• methyl Oleanate 

• methyl Ursolate 

• β-Stigmasterol 

• β-Sitosterol 

• Coumarin-O-glycoside 

Pour les huiles essentielles malheureusement les produits majoritaires sont des acides gras 

avec bien sur des sesquiterpènes et les hydrocarbures. 

L’activité antioxydante de l’extrait apolaire est inactif par contre l’extrait polaire 

est légèrement actif. L’activité antimicrobienne des huiles est légèrement actif. 

129

الملخص 

هذا العمل المنجز لدراسة المواد الفعالة في نبات Scorsonera Undulata و قد تم فصل ثمانية مرآبات اثنان منها 

تفصل لأول مرة في الجنس . Galangustin et Acteoside 

التعرف على المرآبات بواسطة مطياف الكتلة و مطياف 

آما تم التطرق إلى دراسة الزيوت الأساسية أيضا ‏.و تم 

الرنين المغناطيسي ) 2D ,1D) . الفعالية البيولوجيا 

IC 50 للمستخلص القطبي تساوي = 0.56 (DPPH) 

الكلمات المفتاح : Asteraceae Scorzonera undulata ssp deliciousa (Guss.) Maire, 

Galangustin, Actéoside, Huiles essentielles, Activité antioxydante. 

Summary 

From the shade-dried and powdered roots of S. undulata ssp. deliciosa eight known 

compounds; β-Amyrin acetate, methyl Oleanate, methyl Ursolate, Stigmasterol, β-Sitosterol, 

Galangustin, Coumarin-O-β-glycoside and Acteoside were isolated. Their structures were 

elucidated on the basis of extensive spectroscopic analysis, including 1D and 2D NMR, 

chemical transformation and comparison with the related known compounds. This is the first 

report of occurrence of these compounds in S. undulate ssp. deliciosa. The methanol extract of 

the roots of S. undulata ssp. Deliciosa was examined for in vitro antioxidant properties using 

DPPH test (radical scavenging). For essential oils the majority products are fatty acids and 

Sesquiterpenes. 

Key Words: Asteraceae, Scorzonera undulata ssp. deliciousa (Guss.) Maire, Galangustin, 

Actéoside, essential oils, antioxidant activities.

Résumé 

Ce travail est consacré à l’étude phytochimique des racines de Scorzonera undulata ssp. 

deliciousa (Guss.) de la famille des Asteraceae. Huit composés ont été isolés, dont deux pour 

la première fois du genre de Scorzonera: Galangustin et Actéoside. Cette étude a permis 

l’isolement par les méthodes chromatographiques. La détermination des structures ont été 

élucidées par les méthodes spectroscopies (RMN, Masse et UV). 

les produits majoritaires des huiles essentielles 

sesquiterpènes. 

sont des acides gras acides et des 

Mots clés : Asteraceae, Scorzonera undulata ssp. deliciousa (Guss.) Maire, Galangustin, 

Actéoside, Huiles essentielles, Activité antioxydant.

THESE DOCTORAT en SCIENCES VALORISATION ET ...

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