CHAPITRE 1 - Université de Bourgogne
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les enrichissements <strong>de</strong> produits laitiers car l’acriflavine inhibe le développement <strong>de</strong>s bactéries<br />
lactique au profit <strong>de</strong>s STEC (Weaver et al. 1996).<br />
Notons qu’il n’existe pas à l’heure actuelle, <strong>de</strong> milieux d’enrichissement spécifiques et<br />
recommandés pour les sérogroupes autres que O157. Néanmoins, différents travaux sont<br />
menés au travers diverses étu<strong>de</strong>s (Possé et al., 2008 ; Vimont et al., 2006).<br />
3.4.Les températures et la durée d’incubation<br />
Un autre paramètre très important est à prendre en compte lors <strong>de</strong> l’étape d’enrichissement, il<br />
s’agit <strong>de</strong> la température d’incubation. Pour E. coli O157 :H7, il a été démontré qu’un<br />
enrichissement à 41.5 °C favorisait son développement et ralentissait la croissance <strong>de</strong>s autres<br />
bactéries présentes dans la matrice alimentaire. En revanche pour les autres STEC, la situation<br />
est plus confuse. Rappelons qu’il n’existe pas <strong>de</strong> référentiel pour la recherche <strong>de</strong>s STEC.<br />
Actuellement, la majeure partie <strong>de</strong>s enrichissements <strong>de</strong>s STEC non-O157 a lieu à 37°C. A<br />
titre d’information, un projet <strong>de</strong> spécification technique Européen pour la recherche <strong>de</strong>s STEC<br />
dans les matrices alimentaires est en cours et préconise un enrichissement à 37°C pour la<br />
recherche <strong>de</strong>s STEC.<br />
La durée d’incubation (en général <strong>de</strong> 18 à 24 heures) peut également avoir un rôle important.<br />
En fonction du milieu d’enrichissement choisi, la flore annexe se développera plus ou moins<br />
et pourra avoir un impact sur la croissance <strong>de</strong> la bactérie cible.<br />
L’effet <strong>de</strong> la flore annexe sur la flore pathogène (e.g. les STEC, L. monocytogenes…) est<br />
fréquemment négatif (Carlin et al., 1996 ; Buchanan et Bagi, 1997 ; <strong>de</strong>l Campo et al., 2001).<br />
Ainsi, il est observé que la flore minoritaire (e.g. la flore pathogène) n’est pas influencée par<br />
la flore majoritaire (e.g. flore annexe) dans les premières phases <strong>de</strong> la croissance. En<br />
revanche, il a été montré que cette flore minoritaire atteint sa <strong>de</strong>nsité maximale (ymax) plus<br />
rapi<strong>de</strong>ment qu’en culture pure, puisque sa phase stationnaire apparaît dès lors où la flore<br />
majoritaire atteint son propre ymax (niveau maximal) (Jameson, 1962 ; Grau et Van<strong>de</strong>rlin<strong>de</strong>,<br />
1992 ; Beumer et al., 1996 ; Devlieghere et al., 2001). Ce « freinage » simultané <strong>de</strong>s flores<br />
(e.g. flore pathogène et flore annexe) au début <strong>de</strong> la phase stationnaire <strong>de</strong> la flore majoritaire<br />
est désigné sous le terme « d’effet Jameson » (Ross et al., 2000), qui correspond<br />
potentiellement à l’épuisement d’une ressource limitante commune aux <strong>de</strong>ux flores. Ainsi la<br />
durée d’enrichissement <strong>de</strong> la matrice alimentaire est un point crucial lors <strong>de</strong> cette étape<br />
d’enrichissement.<br />
Pour conclure, rappelons que cette étape particulièrement délicate reste un équilibre à trouver<br />
entre l’inhibition <strong>de</strong> la croissance <strong>de</strong> la flore annexe et le développement le plus optimum <strong>de</strong><br />
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