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CHAPITRE 1 - Université de Bourgogne

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les enrichissements <strong>de</strong> produits laitiers car l’acriflavine inhibe le développement <strong>de</strong>s bactéries<br />

lactique au profit <strong>de</strong>s STEC (Weaver et al. 1996).<br />

Notons qu’il n’existe pas à l’heure actuelle, <strong>de</strong> milieux d’enrichissement spécifiques et<br />

recommandés pour les sérogroupes autres que O157. Néanmoins, différents travaux sont<br />

menés au travers diverses étu<strong>de</strong>s (Possé et al., 2008 ; Vimont et al., 2006).<br />

3.4.Les températures et la durée d’incubation<br />

Un autre paramètre très important est à prendre en compte lors <strong>de</strong> l’étape d’enrichissement, il<br />

s’agit <strong>de</strong> la température d’incubation. Pour E. coli O157 :H7, il a été démontré qu’un<br />

enrichissement à 41.5 °C favorisait son développement et ralentissait la croissance <strong>de</strong>s autres<br />

bactéries présentes dans la matrice alimentaire. En revanche pour les autres STEC, la situation<br />

est plus confuse. Rappelons qu’il n’existe pas <strong>de</strong> référentiel pour la recherche <strong>de</strong>s STEC.<br />

Actuellement, la majeure partie <strong>de</strong>s enrichissements <strong>de</strong>s STEC non-O157 a lieu à 37°C. A<br />

titre d’information, un projet <strong>de</strong> spécification technique Européen pour la recherche <strong>de</strong>s STEC<br />

dans les matrices alimentaires est en cours et préconise un enrichissement à 37°C pour la<br />

recherche <strong>de</strong>s STEC.<br />

La durée d’incubation (en général <strong>de</strong> 18 à 24 heures) peut également avoir un rôle important.<br />

En fonction du milieu d’enrichissement choisi, la flore annexe se développera plus ou moins<br />

et pourra avoir un impact sur la croissance <strong>de</strong> la bactérie cible.<br />

L’effet <strong>de</strong> la flore annexe sur la flore pathogène (e.g. les STEC, L. monocytogenes…) est<br />

fréquemment négatif (Carlin et al., 1996 ; Buchanan et Bagi, 1997 ; <strong>de</strong>l Campo et al., 2001).<br />

Ainsi, il est observé que la flore minoritaire (e.g. la flore pathogène) n’est pas influencée par<br />

la flore majoritaire (e.g. flore annexe) dans les premières phases <strong>de</strong> la croissance. En<br />

revanche, il a été montré que cette flore minoritaire atteint sa <strong>de</strong>nsité maximale (ymax) plus<br />

rapi<strong>de</strong>ment qu’en culture pure, puisque sa phase stationnaire apparaît dès lors où la flore<br />

majoritaire atteint son propre ymax (niveau maximal) (Jameson, 1962 ; Grau et Van<strong>de</strong>rlin<strong>de</strong>,<br />

1992 ; Beumer et al., 1996 ; Devlieghere et al., 2001). Ce « freinage » simultané <strong>de</strong>s flores<br />

(e.g. flore pathogène et flore annexe) au début <strong>de</strong> la phase stationnaire <strong>de</strong> la flore majoritaire<br />

est désigné sous le terme « d’effet Jameson » (Ross et al., 2000), qui correspond<br />

potentiellement à l’épuisement d’une ressource limitante commune aux <strong>de</strong>ux flores. Ainsi la<br />

durée d’enrichissement <strong>de</strong> la matrice alimentaire est un point crucial lors <strong>de</strong> cette étape<br />

d’enrichissement.<br />

Pour conclure, rappelons que cette étape particulièrement délicate reste un équilibre à trouver<br />

entre l’inhibition <strong>de</strong> la croissance <strong>de</strong> la flore annexe et le développement le plus optimum <strong>de</strong><br />

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