Première observation de la maladie de la galle du collet causée par Agrobacterium tumefaciens

This article was downloaded by: [Mehdi El Arbi]
On: 12 February 2012, At: 03:23
Publisher: Taylor & Francis
Informa Ltd Registered in England and Wales Registered Number: 1072954 Registered office: Mortimer House,
37-41 Mortimer Street, London W1T 3JH, UK
Canadian Journal of Plant Pathology
Publication details, including instructions for authors and subscription information:
http://www.tandfonline.com/loi/tcjp20
Première observation de la maladie de la galle du
collet causée par Agrobacterium tumefaciens sur
l'olivier en Tunisie
Mehdi El Arbi a , Ali Rhouma a , Anissa Chaari b & Xavier Nesme c
a Unité de recherche Protection des Plantes Cultivées et Environnement, Institut de
l'Olivier, Route de Sokra, Km 1,5 – 3003, Sfax, Tunisie
b Unité des ressources et de l'amélioration génétique de l'olivier, du pistachier et de
l'amandier, Institut de l'Olivier, Route de l'aéroport, Km 1,5 – 3003, Sfax, Tunisie
c UMR CNRS 5557 Ecologie Microbienne and USC INRA 1193, IFR 41 Bio-Environnement et
Santé, Université Lyon 1, 69622, Villeurbanne cedex, France
Available online: 04 Aug 2011
To cite this article: Mehdi El Arbi, Ali Rhouma, Anissa Chaari & Xavier Nesme (2011): Première observation de la maladie de
la galle du collet causée par Agrobacterium tumefaciens sur l'olivier en Tunisie, Canadian Journal of Plant Pathology, 33:4,
458-464
To link to this article: http://dx.doi.org/10.1080/07060661.2011.606430
PLEASE SCROLL DOWN FOR ARTICLE
Full terms and conditions of use: http://www.tandfonline.com/page/terms-and-conditions
This article may be used for research, teaching, and private study purposes. Any substantial or systematic
reproduction, redistribution, reselling, loan, sub-licensing, systematic supply, or distribution in any form to
anyone is expressly forbidden.
The publisher does not give any warranty express or implied or make any representation that the contents
will be complete or accurate or up to date. The accuracy of any instructions, formulae, and drug doses should
be independently verified with primary sources. The publisher shall not be liable for any loss, actions, claims,
proceedings, demand, or costs or damages whatsoever or howsoever caused arising directly or indirectly in
connection with or arising out of the use of this material.

Downloaded by [Mehdi El Arbi] at 03:23 12 February 2012
Can. J. Plant Pathol. (2011), 33(4): 458–464
Bacteria and phytoplasmas/Bactéries et phytoplasmes
Première observation de la maladie de la galle du collet causée par
Agrobacterium tumefaciens sur l’olivier en Tunisie
MEHDI EL ARBI 1 , ALI RHOUMA 1 , ANISSA CHAARI 2 ET XAVIER NESME 3
1 Unité de recherche Protection des Plantes Cultivées et Environnement, Institut de l’Olivier, Route de Sokra, Km 1,5 – 3003 Sfax, Tunisie
2 Unité des ressources et de l’amélioration génétique de l’olivier, du pistachier et de l’amandier, Institut de l’Olivier, Route de l’aéroport, Km
1,5 – 3003 Sfax, Tunisie
3 UMR CNRS 5557 Ecologie Microbienne and USC INRA 1193, IFR 41 Bio-Environnement et Santé, Université Lyon 1, 69622 Villeurbanne
cedex, France
(Accepted 7 July 2011)
Abstract: We observed for the first time crown gall symptoms in an orchard of olive trees (Olea europaea) of the variety ‘Chemlali’ – the
most widely grown cultivar in Tunisia – in the governorate of Kairouan in central Tunisia. Isolations from symptomatic tissues yielded
bacteria that were identified as members of the species complex Agrobacterium tumefaciens using molecular techniques. The isolates were
then evaluated for their pathogenicity by inoculating the indicator plant Kalankoë daigremontiana. The virulence of three isolates (O7, O9 and
O11) was assessed by PCR amplification of part of the vir region of the Ti-plasmid of Agrobacterium and further confirmed for the O7 isolate
by inducing the formation of tumours on ‘Chemlali’ olive seedlings. These results confirm the susceptibility of the olive tree to Agrobacterium
tumefaciens, as previously reported by other researchers in Algeria, Jordan, Australia and Argentina.
Keywords: Agrobacterium tumefaciens, crown gall, Olea europaea, Tunisia
Résumé: Nous avons observé pour la première fois les symptômes de la galle du collet, dans un verger d’olivier, Olea europaea, de la variété
‘Chemlali’, le cultivar le plus répandu en Tunisie, dans le gouvernorat de Kairouan (Tunisie centrale). Les microorganismes responsables de la
maladie ont été isolés, identifiés à des membres du complexe d’espèces Agrobacterium tumefaciens et ont fait l’objet d’une évaluation de leur
pouvoir pathogène en les inoculant sur Kalankoë daigremontiana comme plante indicatrice. Le pouvoir pathogène des trois isolats (O7, O9 et
O11) qui ont induit la formation de tumeurs a été confirmé par amplification PCR d’une partie de la région vir du plasmide Ti des
agrobactéries puis par induction de galles sur les plantules d’olivier de la variété ‘Chemlali’ par l’isolat O7. Ces résultats confirment la
sensibilité de l’olivier à Agrobacterium tumefaciens déjà rapportée en Algérie, en Jordanie, en Australie et en Argentine.
Mots clés: Agrobacterium tumefaciens, Galle du collet, Olea europaea, Tunisie
Introduction
La tumeur du collet, causée par Agrobacterium spp., est
une maladie dont les conséquences économiques sont
importantes, surtout en pépinières causant la mévente des
plants atteints, mais également au champ dans les zones
Correspondence to: Mehdi El Arbi. E-mail: mehdi.el_arbi@etu.upmc.fr
ISSN: 0706-0661 print/ISSN 1715-2992 online © 2011 The Canadian Phytopathological Society
http://dx.doi.org/10.1080/07060661.2011.606430
de cultures d’arbres fruitiers ou hors-sol en serres de
production de fleurs coupées ou de concombres où c’est
la production elle-même qui est affectée. La maladie de
la galle du collet est capable d’attaquer plusieurs espèces

Downloaded by [Mehdi El Arbi] at 03:23 12 February 2012
Agrobacterium tumefaciens on olive 459
végétales appartenant à différentes familles, essentiellement
des dicotylédones, avec 1 193 espèces végétales
appartenant à 588 genres et 138 familles reportées comme
sensibles à cette maladie (De Cleene & De Ley, 1976).
Les plantes d’intérêts pour lesquelles la maladie a été
enregistrée sont, entre autres, la vigne (Panagopoulos
et al., 1978), les arbres fruitiers prunoïdées et pommoidées,
les cultures ornementales comme le rosier, le
chrysanthème, le dahlia (Pionnat et al., 1999) et les arbres
forestiers comme les peupliers (Nesme et al., 1990) ou
le noyer (Nesme & Mougel, 1997) et l’eucalyptus (Krimi
et al., 2002).
Au champ, la tumeur du collet cause une perte de rendement
due à une baisse de vigueur des plantes atteintes
pouvant conduire, le cas extrême, à la mort des plantes
(Poncet et al., 1996). La mort est cependant le plus souvent
due à l’action d’organismes pathogènes secondaires
envahissant les plantes affaiblies.
Le pouvoir pathogène d’Agrobacterium tumefaciens est
conféré par la présence d’un mégaplasmide appelé plasmide
Ti (Ream, 1989). Au cours du processus d’infection,
une région du plasmide Ti, appelée ADN-T, est transférée
de la bactérie au génome de la plante où elle est
intégrée (Gelvin, 1992). Après intégration, les gènes de
l’ADN-T s’expriment dans la plante où ils codent la synthèse
incontrôlée des hormones de croissance, auxines
et cytokinines, provoquant le développement de tumeurs
(i.e. galles) le plus souvent au niveau des racines et du
collet.
Le processus tumoral comporte trois étapes. Tout
d’abord, les cellules de l’hôte sensible doivent être
blessées afin d’exposer des sites spécifiques de la paroi
cellulaire à la cellule bactérienne qui seront reconnus par
la bactérie (Merlo, 1978). La deuxième étape est une
phase d’induction des gènes de virulence du plasmide Ti
(région vir) par des composés émis par les blessures, permettant
le transfert de l’ADN-T de la bactérie à la plante
via un pilus conjugatif et à son adressage au génome
nucléaire où il est intégré. L’incorporation de l’ADN-T
transforme alors génétiquement une cellule végétale normale
en cellule tumorale. La troisième étape est celle
de l’expression de l’ADN-T par la cellule végétale qui
synthétise de grandes quantités de phytohormones et de
composés spécifiques de la galle du collet, les opines, de
nature variable selon les types de plasmides Ti. Par la
suite, les opines sécrétées par les tumeurs sont consommées
par les agrobactéries dont les plasmides Ti portent
les gènes de catabolismes appropriés offrant ainsi une
niche écologique privilégiée aux agrobactéries pathogènes
(Nester et al., 1984). En plus de leur rôle joué en tant
que sources de carbone et d’azote pour la bactérie, certaines
opines appelées opines de conjugaison, stimulent
le transfert conjugatif du plasmide Ti aux agrobactéries
de l’environnement qui sont généralement dépourvues de
plasmide Ti et donc non pathogènes. A la suite de quoi,
ces dernières deviennent elles-mêmes phytopathogènes
(Nesme, 1995) favorisant la dissémination de la maladie et
la persistance des agrobactéries pathogènes dans les sols
contaminés.
Les approches taxonomiques passées qui témoignaient
de la complexité du genre Agrobacterium et des confusions
entre les critères taxonomiques et phénotypiques
causés par l’imprécision de la nomenclature de l’époque
ont conduit Kerr & Brisbane (1983) à proposer de ne plus
parler de pathovars ni de variétés mais plutôt de biovars
pour dénommer les agrobactéries en attendant une clarification
de la taxonomie. Cette clarification a été obtenue
récemment suite aux études basées sur des méthodologies
moléculaires éprouvées. Costechareyre ‘et al.’ (2010) proposent
ainsi d’appeler maintenant les biovars 2 et 3 de
Keane ‘et al.’ (1970) respectivement Rhizobium rhizogenes
et A. vitis alors que le biovar 1 qui semble être
un ensemble composite d’espèces est appelé le complexe
d’espèces Agrobacterium tumefaciens. Selon cette nouvelle
nomenclature, A. radiobacter est une espèce faisant
partie du complexe d’espèces A. tumefaciens. Il est très
important de souligner que malgré les noms d’espèces qui
ont dus être maintenus pour des raisons de règles de taxonomie
(i.e. règle de l’antériorité dans les dénominations),
la nomenclature actuelle ne fait absolument pas référence
aux propriétés pathogéniques éventuelles des bactéries:
une souche d’A. tumefaciens peut être non-pathogène ou
pathogène et dans ce cas causer aussi bien la galle du
collet que la maladie du chevelu racinaire causée par la
présence d’un plasmide Ri.
Malgré le large spectre d’hôtes d’Agrobacterium spp.
et la présence sur divers végétaux de la galle du collet,
cette maladie n’avait pas encore été observée en Tunisie
sur l’olivier. L’olivier est pourtant sensible à cette maladie
comme l’ont montré divers travaux en Algérie (Bouzar
et al., 1991), en Jordanie (Khlaif, 2006), en Australie
(Spooner-Hart, 2005) et en Argentine (Seleme et al.,
2006) qui ont mis en évidence la présence d’agrobactéries
dans des tumeurs formées sur les racines ou au collet
d’oliviers.
Récemment, des tumeurs au niveau des racines de
quelques pieds d’olivier de la variété ‘Chemlali’ ont été
observées dans la région de Kairouan. Nous nous sommes
alors proposés d’isoler la bactérie, de caractériser les isolats
et d’étudier leur pouvoir pathogène par les méthodes
classiques et moléculaires puis de confirmer la sensibilité
de l’olivier à la galle du collet par inoculation de plants
de la variété ‘Chemlali’, le cultivar le plus répandu en
Tunisie, obtenus par culture in vitro.

Downloaded by [Mehdi El Arbi] at 03:23 12 February 2012
M. El Arbi et al. 460
Matériels et méthodes
Localisation de la parcelle
La parcelle cultivée en oliviers à huile, Olea europaea,
variété ‘Chemlali’ se trouve dans la zone d’Elkarma
de la région d’Elhouareb, délégation de Haffouz du
Gouvernorat de Kairouan (Fig. 1).
Isolement de la bactérie
Les échantillons végétaux ont été lavés à l’eau courante
afin d’enlever les particules de sol adhérentes aux galles,
puis les galles ont été désinfectées en surface à l’eau de
javel (0.5%) et lavées à l’eau distillée stérile. Des fragments
de tumeurs coupés aseptiquement ont été broyés
au mortier dans de l’eau distillée stérile. La suspension
obtenue a été laissée à la température ambiante pendant
30 min avant de procéder à l’isolement par étalement sur
du milieu Mannitol-Glutamate additionné de tellurite de
potassium comme préconisé par Mougel et al. (2001).
Après incubation à 28 ◦ C pendant 48 h, les colonies individualisées
et caractéristiques, circulaires, convexes et de
couleur noire ont été repiquées sur le même milieu pour
purification par épuisement.
Fig. 1. Localisation de la parcelle où a été détectée l’infection.
Identification des biovars
Les isolats ayant la forme et la consistance des agrobactéries
ont subit les tests biochimiques décrits par Moore
et al. (1988). Ces tests regroupent la coloration Gram, la
production d’uréase, l’hydrolyse de l’esculine et la production
de 3-cétolactose. L’observation microscopique
d’Agrobacterium tumefaciens révèle des bactéries en
bâtonnet à Gram négatif. Le virage de l’indicateur coloré
au rose suite à l’alcalinisation du milieu de Christensen
traduit un test d’uréase positif, un test positif d’hydrolyse
de l’esculine se manifeste par une coloration noire du
milieu de culture due à la libération du glucose et de
l’esculétine, responsable de cette teinte en présence de
sels de fer et la production du 3-cétolactose se traduit
par l’apparition d’un halo jaunâtre autour des colonies
d’Agrobacterium. Si les trois précédents tests biochimiques
sont positifs, la souche isolée fait alors partie du
biovar 1 (i.e. complexe A. tumefaciens).
Test du pouvoir pathogène des isolats sur Kalankoë et
olivier
Les tests du pouvoir pathogène ont été effectués avec
des jeunes plants de Kalankoë (Kalankoë daigremontiana)

Downloaded by [Mehdi El Arbi] at 03:23 12 February 2012
Agrobacterium tumefaciens on olive 461
blessés au niveau du collet à l’aide d’un scalpel stérile.
L’inoculation a été réalisée avec une anse préalablement
trempée dans une colonie âgée de 48 h au niveau
des blessures (Moore et al., 1988). La sensibilité d’Olea
europaea à l’isolat O7 d’Agrobacterium tumefaciens a été
testée sur des plants d’olivier ‘Chemlali’, produits par
micropropagation de bourgeons axillaires, âgées de quatre
mois, dans les mêmes conditions que pour les plants de
Kalankoë.
Confirmation du pouvoir pathogène par PCR
L’ADN génomique a été extrait à l’aide de Kit Dneasy
TM Tissue Kit (QIAGEN, Courtaboeuf, France). L’ADN
a été quantifié en comparaison avec une gamme étalon
d’ADN de thymus de veau grâce au logiciel Molecular
Analyst (Bio-Rad, Ivry sur Seine, France).
Les amorces F749 (5 ′ -GCTAGCTTGGAAGATCG-
CAC-3 ′ )etF14(5 ′ -GAACGTGTTTCAACGGTTCA-3 ′ )
dessinés dans la région localisée entre le gène virB11 et
virG15 de la plupart des plasmides Ti (Nesme et al., 1989)
ont été utilisées pour détecter par PCR la présence de plasmide
Ti dans les isolats. La PCR a été effectuée dans un
volume réactionnel de 25 µL contenant: 5 µL del’ADN
extrait, 2.5 µL de Tampon Taq (10 mM Tris-HCl [pH
8.3], et 0.01% de gélatine), 2.5µL de dNTP’S (20 mM),
0.75 µL deMgCl2 (50 mM), 11 µL deH2O ultra pure,
0.75 µL de W%, 2.5 µL de chaque amorce et 0.25 µL
de Taq polymérase (2 U, Gibco-BRL) (Rhouma et al.,
2005). L’amplification a été effectuée dans un thermocycleur
Perkin-Elmer selon le programme suivant : une
dénaturation initiale à 95 ◦ C pendant 7 min, suivie de
35 cycles (1 min à 95 ◦ C, 1 min à 55 ◦ Cet1minà
72 ◦ C).
Les produits de la PCR (5 µL de chaque échantillon)
ont été mélangés avec 5 µL d’un tampon de dépôt
(Saccharose, bleu de bromophénol et TBE 5×) et déposés
sur un gel d’agarose horizontal de 1% contenant 1 µg
ml −1 de bromure d’éthidium. La migration a été réalisée
Arbre malade Arbre sain
dans un tampon TBE 1x par une électrophorèse horizontale
à 80 V pendant 90 min. Les gels d’électrophorèse
colorés au BET ont ensuite été exposés aux UV (302 nm)
et photographiés.
Les produits PCR purifiés à l’aide du kit QIAquick
PCR purification Kit (QIAGEN, Courtaboeuf, France)
ont été séquencés à l’aide d’un séquenceur automatique
à capillaires Megabace 1000 (Amersham Pharmacia
Biotech Europe, Orsay, France).
Les séquences vérifiées par examen visuel des électrophorégrammes
ont été alignées par le programme
CLUSTALW (Thompson et al., 1994). La qualité de
l’alignement a été contrôlée en utilisant le programme
SEAVIEW (Galtier et al., 1996). Pour la comparaison des
séquences avec d’autres de référence, nous avons utilisé le
programme SeqApp (Gilbert; http://iubio.bio.indiana.edu/
soft/molbio/seqapp/; A Macintosh Biosequence editor,
analyser and network handyman).
A partir des séquences alignées, un arbre phylogénétique
a été réalisé selon la méthode de construction implémentée
dans le logiciel TREECON1.3b (http://www.psb.
rug.ac.be/bioinformatics/psb/Userman/treeconw.html).
Résultats et discussion
Symptômes observés
Des symptômes d’affaiblissement général associé à une
coloration des feuilles tendant vers le vert pâle ont
été observés au champ chez des oliviers de la variété
‘Chemlali’ (Fig. 2a). A l’examen, les arbres présentant
ces symptômes portaient des galles plus ou moins volumineuses
(2 à 3 cm 3 ) selon leur emplacement au collet ou
sur les racines (Fig. 2b). Ces galles sont plus ou moins
sphériques, blanchâtres, spongieuses à ferme et dont la
surface est irrégulière rappelant l’inflorescence d’un choufleur.
En vieillissant, les galles augmentent rapidement de
taille, leur surface se mamelonne, puis elles durcissent
et se fendillent à la périphérie, tandis que leur couleur
s’assombrit de plus en plus.
(a) (b) (c) (d)
Fig. 2. Symptômes, agent causal et pathogénie sur Kalankoë. a, Symptômes observés sur l’arbre. b, Galles observées sur racines. c, Aspect
des isolats sur le milieu Mannitol-Glutamate additionné de tellurite de potassium. d, Développement de Galles sur Kalankoë après 1 mois
d’inoculation.

Downloaded by [Mehdi El Arbi] at 03:23 12 February 2012
M. El Arbi et al. 462
Isolement sur milieu semi-sélectif
Des colonies noires sont apparues sur milieu MG-Te
ensemencé avec des broyats de tumeurs après 4 jours
d’incubation à 28 ◦ C (Fig. 2c). Ces colonies présentaient
une morphologie typique et étaient vraisemblablement des
agrobactéries car celles-ci résistent au tellurite de potassium
qui leur donne leur couleur noire alors que ce produit
inhibe les espèces du genre Pseudomonas fréquemment
associées aux agrobactéries dans les tumeurs.
Tests biochimiques
Les résultats des tests biochimiques consignés dans le
tableau 1, nous ont permis de confirmer l’appartenance
des trois isolats O7, O9 et O11 au biovar 1 (i.e. au complexe
A. tumefaciens) sans pouvoir se prononcer, pour les
autres isolats, qui peuvent être soit du biovar 2 ou du
biovar 3 (i.e. R. rhizogenes ou A. vitis) car ces isolats
ne produisaient pas de 3-céto-lactose. Ces tests biochimiques
permettent de déterminer le taxon bactérien sur
des critères chromosomiques mais ne donnent cependant
aucune indication sur leur pathogénie qui est codée par
des gènes plasmidiques.
Test du pouvoir pathogène
Le pouvoir pathogène des isolats O7, O9 et O11 a été
testé en infectant des plants de Kalankoë daigremontiana.
Tableau 1. Caractérisation biochimique des isolats.
Uréase Esculine 3–Cétolactose
Biovar1 + + +
Biovar2 D D −
Biovar3 ND ND −
Isolats
O1 + − −
O2 − + −
O3 − + −
O4 − + −
O5 − − −
O6 − + −
O7 + + +
O8 − − −
O9 + + +
O10 − + −
O11 + + +
O12 − + −
O13 − + −
O14 − + −
O15 − + −
(+) : réaction positive ; (−) : réaction négative ; (d) : réaction diverse ;
(ND) : réaction non définie.
Des tumeurs typiques de galle du collet se sont développées
après 1 mois d’inoculation au collet de Kalankoë
(Fig. 2d), révélant que les isolats testés qui appartenaient
au complexe A. tumefaciens / biovar 1 étaient également
des agrobactéries pathogènes.
Confirmation du pouvoir pathogène par PCR
L’électrophorèse des amplifiats PCR de la région vir
obtenus avec O7, O8, O9, O10 et O11 (Fig. 3) a montré
la présence d’une bande chez O7, O9 et O11 uniquement.
Les bandes d’environ 432 pb avaient migré vers
le même niveau que la bande obtenue avec la souche
C58 qui héberge un plasmide Ti à nopaline responsable
de la pathogénie chez cette souche. Ce résultat confirme
le pouvoir pathogène testée par inoculation de Kalankoë
et nous a conduit, pour une identification plus poussée à
chercher la natures de leurs plasmides.
Séquençage des produits PCR de la région
virB11-virG15
Les séquences des deux isolats O7 et O9 obtenues sont
identiques (Fig. 4).
La recherche d’analogues des séquences obtenues dans
la base de données ‘Nucleotide collection (nr/nt)’ sur
NCBI a fait ressortir, entre autres, la séquence ‘A.
tumefaciens nopaline plasmid pTiC58 virB, virG and
virC genes’ dont le numéro d’accession est ‘Y00535.1’
(Fig. 5), ayant un alignement significatif avec un pourcentage
d’identité de 99% (393/397) et des brèches
(Gaps) de 1% (4/397). Les plasmides des isolats issus de
432 pb
1Kb+ Eau C58 O8 O10 O7 O9
O11
Fig. 3. Électrophorèse sur gel d’agarose des amplifiats PCR de la
région vir (0.8%, 80v).

Downloaded by [Mehdi El Arbi] at 03:23 12 February 2012
Agrobacterium tumefaciens on olive 463
1 GTATNATGCT CGCACGCAGT TCGATGTCAT CGTACCCTTC CGTGCCCACG
51 GTGACATTTA CGAGGTGGGC GAAATCTGGC TCGCTGCCGA TGCGCGTCGG
101 CGCGGTGAGA CAATAGGCGA TCTTCTTAAC CAGCAGTAGT TGTGATCCAT
151 GTTTCTAAAT GCCGCATGGC GCGTTGTAGA ATTACGTTTG TAGCAATGCT
201 CAGCAATCTT TGTCATCAAA CGGAGACATC TAGTTTGCAT TTCTGTCGTG
251 CGCGGTTTGG TCGAAATCTT GCCGAAATGC CCGTGTAGTG AGAGAAAATT
301 AAAGAGTGGA GTCTAGCAAA TACAACCTTT ACGTGTATAA ATTCTGTTGA
351 GCTGCAAATG GCTGGCCAGG ATCCTAGATT GAGAGGTGAA CCGTTAAAC
Fig. 4. Séquence de la région virB11-virG15 des isolats O7 et O9.
Fig. 5. Dendrogramme montrant la position phylogénétique des souches O7 et O9.
l’olivier sont donc de type nopaline comme la majorité des
souches locales tunisiennes (Rhouma et al., 2006).
Confirmation de la sensibilité de l’olivier à la galle du
collet
Les plantules de la variété ‘Chemlali’ âgées de 4 mois
inoculées par O7 ont toutes développé des galles typiques
après un mois d’incubation (Fig. 6). Ce test qui vérifie
le postulat de Koch, confirme le pouvoir pathogène de
Fig. 6. Développement de Galles sur olivier (Variété Chemlali) par
l’isolat O7.
l’isolat testé et la sensibilité à la galle du collet de l’olivier
en général et de la variété ‘Chemlali’, qui représente la
majorité du patrimoine oléicole tunisien, en particulier.
Conclusion
La maladie causée par Agrobacterium tumefaciens connue
pour affecter les arbres fruitiers peut également s’attaquer
à l’olivier. Notre étude confirme donc celles effectuées en
Algérie, en Australie, en Argentine, en Jordanie et maintenant
en Tunisie qui montrent que l’olivier est aussi un
hôte de cette bactérie.
Les résultats de la caractérisation biochimique ont montré
que parmi les isolats obtenus, uniquement les isolats
(O7, O9 et O11) appartiennent au biovar1 c’est-à-dire
au complexe d’espèces A. tumefaciens selon la nomenclature
actuelle. Ces isolats se sont également avérés
être pathogènes et la cause des symptômes observés au
champ puisqu’ils ont induits la formation de galles après
inoculation non seulement sur une plante indicatrice, le
Kalankoë, mais également sur la plante d’origine, O.
europea complétant ainsi le postulat de Koch.
La prédiction du pouvoir pathogène par PCR des isolats
O7, O9 et O11, va de paire avec les résultats trouvés
sur Kalankoë. L’amplification d’une région du plasmide
obtenue par le couple d’amorces (F14-virG15 et F749virB11),
la taille des amplifiats obtenus ainsi que l’analyse
des séquences obtenues avec O7 et O9 ont montré que
leurs plasmides sont de type nopaline comme la majorité
des souches isolées en Tunisie à ce jour.
En accord avec les travaux de Costechareyre et al.
(2010), l’étude de gènes chromosomiques tel que recA
des isolats isolés de tumeurs d’oliviers permettra de voir
à quelle(s) espèce(s) génomique(s) ils appartiennent au

Downloaded by [Mehdi El Arbi] at 03:23 12 February 2012
M. El Arbi et al. 464
sein du complexe d’espèces A. tumefaciens afin de savoir
s’ils diffèrent ou non des souches isolées d’autres arbres
fruitiers en Tunisie.
En Tunisie, les pertes occasionnées par la galle du
collet ne sont pas quantifiées, mais elles sont généralement
comptabilisées avec les attaques de nématodes et
exprimées en terme de plants incinérés. En effet, le nombre
de plants incinérés chaque année oscille, pendant
la dernière décennie, entre 16 000 et 425 000 plants
(Rhouma et al., 2006). Au champ, il n’existe pas de
données évaluant le manque à gagner en plants arrachés
et les dépenses associées à la plantation. A ce propos,
dans certains cas, la maladie n’est découverte qu’après
l’installation du verger. En cas de fortes attaques pendant
les premières années de plantation, les arboriculteurs se
trouvent le plus souvent contraints d’arracher les plants et
de replanter la parcelle ou de l’abandonner.
Afin de limiter la dissémination de cette maladie bactérienne
et assurer un bon état sanitaire des vergers
arboricoles, la réglementation tunisienne a établi un seuil
d’infestation de 1% (décret ministériel du 31/12/1980),
au-delà duquel tout lot contrôlé devrait être incinéré.
Mis à part les observations effectuées dans la région
d’étude, aucune infestation n’a été reportée dans les vergers
oléicoles, mais les dégâts peuvent être dévastateurs en
cas d’une propagation de la maladie aux champs.
Acknowledgement
Les auteurs remercient Mr. Khaled Ouerteni, technicien à
l’Institut de l’Olivier et Dr. Slim Abdelkafi, maitre assistant
à l’Ecole Nationale d’Ingénieurs de Sfax pour leur assistance
technique.
Bibliographie
BOUZAR, H., DAOUZLI, N., KRIMI, Z.,ALIM, A., & KHEMICI, E. (1991).
Crown gall incidence in plant nurseries of Algeria, characteristics of
Agrobacterium tumefaciens strains, and biological control of strains
sensitive and resistant to agrocin 84. Plant Pathol., 11, 901–908.
COSTECHAREYRE, D., RHOUMA, A., LAVIRE, C., PORTIER, P.,
CHAPULLIOT, D., BERTOLLA, F.,BOUBAKER, A., DESSAUX, Y.,&
NESME, X. (2010). Rapid and efficient identification of Agrobacterium
species by recA allele analysis. Microbiol. Ecol., 60, 862–872.
DE CLEENE, M.,&DE LEY, J. (1976). The host range of crown gall. Bot.
Review, 42, 390–466.
GALTIER, N., GOUY,M.,&GUATIER, C. (1996). Seaview and Phylo_win:
two graphics tools for sequence alignment and molecular phylogeny.
Comput. Appl. Biosci., 12, 543–548.
GELVIN, S.B. (1992). Chemical signaling between Agrobacterium and its
plant host. In D.P.S. Verma (Ed.), Molecular signals in plant–microbe
communications (pp.137–167). Boca Raton, FL: CRC Press.
KEANE, P.J., KERR, A., & NEW, P.B. (1970). Crown gall of stone fruit.
Identification and nomenclature of Agrobacterium isolates. Aust.J.Biol.
Sci., 23, 585–595.
KERR, A., & BRISBANE, P.G. (1983). Agrobacterium. In P.C. Fahy & G.J.
Persly (Eds.), Plant Bacterial Disease: A Diagnostic Guide (pp. 27–43).
New York; Academic Press.
KHLAIF, H. (2006). Characterization and biocontrol of crown gall disease
in Jordan. Jordan J. Agric. Sci., 2, 265–273.
KRIMI, Z.,PETIT, A., MOUGEL, C.,DESSAUX, Y.,&NESME, X. (2002).
Seasonal fluctuations and long-term persistence of Agrobacterium spp. in
soils. Appl. Environ. Microbiol., 68, 3358–3365.
MERLO, D.J. (1978). Crown gall: a unique disease. Plant Dis., 3, 201–209.
MOORE, L.W., KADO, C.I., & BOUZAR, H. (1988). Agrobacterium. In N.W.
Schaad (Ed.), Laboratory guide for identification of plant pathogenic bacteria
(pp. 16–36). St. Paul, MN: The American Phytopathological Society
Press.
MOUGEL, C.,COURNOYER, B.,&NESME, X. (2001). Novel telluriteamended
media and specific chromosomal Ti plasmid probes for direct
analysis of soil populations of Agrobacterium biovars 1 and 2. Appl.
Environ. Microbiol., 67, 65–74.
NESME, X. (1995). Tumeur du collet. Mise au point d’une méthode de
diagnostic. L’arboriculture fruitière, 483, 17–20.
NESME, X., BENEDDRA, T.,&COLLIN, E. (1990). Importance du crown
gall chez les hybrides Populus tremula LxP. alba en pepinière forestière.
Agronomie, 10, 581–588.
NESME, X., LECLERC, M.C., & BARDIN, R. (1989). PCR detection of
an original endosymbiont: Ti plasmid of Agrobacterium tumefaciens. In
P. Nardon, V. Gianinazzi-Pearson, A.M. Grenier, L. Margulis, & D.C.
Smith. (Eds.), Endocytobiology IV (pp. 47–50). Paris: Institut National de
Recherche Agronomique.
NESME, X., & MOUGEL, C. (1997). Un cas de tumeur du collet dans une
plantation de noyers à bois. Les cahiers du DSF, la santé des forêts, 1,
83–84.
NESTER, W., GORDON, M.P., AMASINO, R.M., & YANOFSKY, M.F.
(1984). Crown gall. A molecular and physiological analysis. Ann. Rev.
Plant Physiol., 35, 387–413.
PANAGOPOULOS, C., PSALLIDAS, P.G., & ALIVIZATOS, A.S. (1978).
Studies on biotype 3 of Agrobacterium tumefaciens radiobacter var.
tumefaciens. Proceedings of the 4 th International Conference on Plant
Pathogenic Bacteria (pp. 221–228). Angers, France: INRA.
PIONNAT, S., KELLER, H., HERICHER, D., BETTACHINI, A., DESSAUX,
Y., N ESME, X., & PONCET, C. (1999). Ti plasmids from Agrobacterium
characterize rootstock clones that initiate a spread of Crown gall disease
in mediterranean countries. Appl Environ. Microbiol., 65, 4197–4206.
PONCET, C.,ANTONINI, C.,BETTACHINI, A., HERICHER, D., PIONNAT,
S., SIMONINI, L.,DESSAUX, Y.,&NESME, X. (1996). Impact of the
crown gall disease on vigour and yield of rose trees. ISHS Acta Hort.,
424, 221–225.
REAM, W. (1989). Agrobacterium tumefaciens and interkingdom genetic
exchange. Annu. Rev. Phytopathol., 27, 583–618.
RHOUMA, A., BOUBAKER, A., NESME, X., & DESSAUX, Y. (2005).
Susceptibility of some stone and pome fruit rootstocks to crown gall.
Phytopathol. Mediterran., 44, 275–284.
RHOUMA, A., BOUBAKER, A., NESME, X., & DESSAUX, Y. (2006).
Plasmid and chromosomal diversity of a Tunisian collection of
Agrobacterium tumefaciens strains. Tunisian J. Plant Prot., 1, 73–84.
SELEME,F.,GONZÁLEZ VERA,C.,DI BARBARO, G., PERNASETTI, S., &
BATALLAN, S. (2006). Crown galls in plants of olive tree (Olea europea
L.) caused by Agrobacterium tumefaciens (Smith and Townsend) Conn.
in the province of la Rioja. Revista del CIZAS, 7 (1 y 2), 55–63.
SPOONER-HART, R. (2005). Sustainable Pest and Disease Management in
Australian Olive Production. A Report for the Rural Industries Research
and Development Corporation. RIRDC Publication No 05/080. RIRDC
Project No UWS-17A. ISBN 1 74151 143 7. ISSN 1440–6845
THOMPSON, J.D., HIGGINS, D.G., & GIBSON, T.J. (1994). Clustal w:
improving the sensibility of progressive multiple sequence alignment
through sequence weighting, positions-specific gap penalties and weight
matrix choice. Nucl. Acids Res., 22, 4673–4680.