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AMINE HABIB BORSALI, KHELOUFI BENABDELI, RAPHAËL GROS Tableau 2 – Propriétés physico-chimiques des sols prélevés le long d’une chronoséquence postincendie. Table 2 – Physico-chemical properties <strong>of</strong> the soils sampled along a post-fire chronosequence. 64 Valeur de F et Temps depuis le dernier feu significativité > 20 ans 13 ans 8 ans 4 ans 2 ans Caractéristiques granulométriques et propriétés physiques Teneurs en argiles (%) 1,9NS 9,8 ± 5,2 18,6 ± 6,2 18,1 ± 5,3 12,2 ± 6,3 13,2 ± 7,4 Teneurs en limons (%) 2,1NS 43,7 ± 14,7 31,5 ± 16,3 49,4 ± 10,9 42,4 ± 9,7 51,3 ± 5,1 Teneurs en sables (%) 2,0NS 46,5 ± 15,4 49,9 ± 16,2 32,5 ± 7,9 45,4 ± 8,8 35,7 ± 7,2 Capacité de rétention en eau (%) 13,9*** 31,4 ± 0,9 a 31,8 ± 1,1 a 35,8 ± 0,9 b 31,5 ± 1,7 a 34,3 ± 1,1 b Teneur en eau gravimétrique (%) 9,5*** 8,7 ± 1,3 a 6,1 ± 2,4 a 7,2 ± 2,0 a 11,1 ± 3,8 a 2,8 ± 0,7 b Propriétés chimiques Teneurs en CO (%) 7,1** 2,79 ± 1,10 c 1,51 ± 0,64 ab 0,50 ± 0,27 a 2,32 ± 0,91abc 2,42 ± 1,04 bc Teneurs en NT (%) 4,2* 0,114 ± 0,039 a 0,111 ± 0,029 a 0,062 ± 0,021 b 0,146 ± 0,056 a 0,140 ± 0,020 a Ratio CO/NT 12,4*** 24,4 ± 4,9 c 13,2 ± 2,3 a 7,5 ± 2,4 b 15,9 ± 1,4 a 16,9 ± 6,1 a Quantité d’azote ammoniacal 6,3** 6,1 ± 2,3 b 34,0 ± 15,5 a 35,3 ± 7,6 a 28,7 ± 18,7 a 35,9 ± 4,5 a (mg N-NH 4 + /g) Quantité d’azote nitrique 2,3NS 1,2 ± 0,6 2,3 ± 3,0 2,0 ± 1,9 2,6 ± 1,4 1,7 ± 1,9 (mg N-NO 3 - /g) Quantité de phosphore 2,4NS 7,5 ± 3,4 11,5 ± 4,8 14,6 ± 4,8 15,92 ± 2,1 13,3 ± 7,5 assimilable (mg P-P 2 O 5 /g) pH eau 0,3NS 7,8 ± 0,1 7,8 ± 0,1 7,8 ± 0,2 7,8 ± 0,1 7,7 ± 0,1 Teneurs en CaCO 3 (%) 6,1** 19,1 ± 9,7 b 6,8 ± 3,3 a 2,5 ± 0,8 a 7,5 ± 11,3 a 24,8 ± 11,4 b Ce tableau consigne les valeurs moyennes (± écarts-types) ; CO : carbone organique ; NT : azote total ; la valeur F de l’ANOVA est présentée avec son seuil de significativité (* : P < 0,05 ; ** : P < 0,01 ; *** : P < 0,001 ; NS : non significatif). Les lettres minuscules identiques indiquent l’absence de différence significative entre les moyennes. Propriétés physico-chimiques des sols La distribution granulométrique (%) de 3 fractions (sables de 2000 µm à 50 µm, limons grossiers de 50 µm à 2 µm, argiles < 2 µm) de la terre fine a été déterminée selon la méthode de la pipette de Robinson (Aubert 1979). La capacité de rétention en eau a été déterminée par la méthode Bouyoucos. L’échantillon est humidifié pendant 12 heures par ascension capillaire dans un filtre de Buchner à verre fritté. Puis le filtre est placé sur une fiole à vide reliée à une trompe à eau pour éliminer l’eau dans les pores d’un diamètre inférieur à 8 µm. La différence entre le poids humide et poids sec (après séchage à 105 o C) permet de connaître la capacité de rétention en eau en (%) du poids sec (Soltner 1996). La teneur en eau gravimétrique (% masse sèche) a été estimée par dessiccation d’une aliquote d’échantillon à 105 o C pendant 24 heures. Le pH des sols a été mesuré dans une suspension de sol : eau distillée (1 : 2,5). Les teneurs en carbonates de calcium ont été déterminées par le calcimètre de Bernard (Aubert 1979). Les concentrations en carbone total (CT) et azote total (NT) ont été mesurées en utilisant un analyseur élémentaire CN FlashEA 1112 (Therm<strong>of</strong>isher). Le carbone organique (CO) est obtenu par une soustraction des concentrations en carbone inorganique (CaCO 3 ) aux concentrations en CT. Le rapport CO/NT a été calculé. Les quantités d’ions ammonium (µg de N-NH 4 + .g -1 de sol sec) et nitrate (µg de N-NO 3 - .g -1 de sol sec N) ont été déterminées par spectrocolorimétrie selon les protocoles de Mulvaney (1996) et de Keeney & Nelson (1982) à partir d’une solution d’extraction de sol (1 : 10 KCl M). Le phosphore inorganique assimilable a été extrait par la méthode Olsen & Sommer (1982). La quantité de phosphore sous la forme d’orthorphosphates (µg P-PO 4 3- .g -1 de sol sec) dans les extraits a été dosée par spectrocolorimétrie selon le protocole décrit par Murphy & Riley (1962). Propriétés microbiennes des sols Respiration basale et biomasse microbienne La respiration basale (µg C-CO 2 /g de sol sec) a été mesurée selon le protocole décrit par Anderson & Domsch (1978), pour évaluer l’état physiologique des communautés microbiennes des sols. Dix grammes (équivalent sec) de sol frais conservé à 4 o C ont été pesés dans un flacon en verre (117 mL). Les flacons ont été fermés avec un bouchon hermétique immédiatement après le remplacement (4 minutes) de leur atmosphère interne par une atmosphère de concentration en CO 2 stable, puis incubés 4 heures à 25 o C. Après incubation, une aliquote d’atmosphère du flacon (1 mL) a été injectée à l’aide d’une seringue dans un chromatographe en phase ecologia mediterranea – Vol. 38 (1) – 2012
gazeuse (Chrompack CHROM 3 – CP 9001). Le chromatographe était équipé d’un détecteur TCD et d’une colonne remplie (Porapack) dans laquelle circule de l’hélium à un flux de 60 mL.h-1 . Les valeurs obtenues ont été ajustées à 22 oC en accord avec la loi des gaz parfaits à Q10 = 2. Les concentrations ambiantes en CO2 ont été soustraites aux concentrations en CO2 mesurées après incubation pour obtenir la quantité de CO2 produite par les microorganismes hétérotrophes contenus dans l’échantillon. La biomasse microbienne a été estimée par la méthode de respiration induite par ajout de glucose (Anderson & Domsch 1978). Un mélange de talc et de glucose (1 000 µg C g-1 sol) a été ajouté aux dix grammes (équivalent sec) de sol. Une incubation de 100 minutes a été réalisée pour atteindre un taux maximal de respiration induite. Les flacons ont été fermés avec un bouchon hermétique immédiatement après le remplacement (4 minutes) de leur atmosphère interne par une atmosphère de concentration stable en CO2 , puis incubés 90 minutes à 22 oC. La concentration en CO2 des flacons a été analysée par chromatographie en phase gazeuse et corrigée de la même manière que décrite précédemment pour la respiration basale. Les taux de respiration induite ont été convertis en valeur de biomasse microbienne en utilisant l’équation donnée par Beare et al. (1990). Activité des FDA hydrolases (FDAse) L’activité FDA hydrolase permet d’évaluer l’activité d’une large gamme d’enzymes (e.g. estérases, protéases, lipases, cutinases) impliquées dans l’hydrolyse de molécules carbonées. L’activité FDAse a été mesurée selon la méthode modifiée de Green et al. (2006). Quatre mL de tampon phosphate de potassium à 60 mM (pH 7) plus 50 µL de solution de fluorescéine diacétate (2 mg/mL d’acétone) ont été ajoutés à 1 g de sol frais et incubés à 30 o C pendant 1 heure. La réaction a été arrêtée en ajoutant 2 mL d’acétone et le mélange a été immédiatement centrifugé pendant 2 minutes à 12 000 g (4 o C). La fluorescéine libérée à partir de la FDA a été mesurée dans le surnageant à 490 nm. Pour chaque échantillon, un témoin est réalisé dans des conditions identiques en remplaçant le tampon contenant le substrat par le tampon seul. L’activité FDA hydrolase est exprimée en µmole de fluorescéine libérée par minute (U) et par gramme de sol sec (U.g -1 ). ecologia mediterranea – Vol. 38 (1) – 2012 Reconstitution post-incendie des propriétés physico-chimiques et microbiologiques de sols forestiers algériens (forêt de Fénouane, wilaya de Saïda) Activité des uréases (Ur) Les uréases sont des enzymes impliquées dans le cycle de l’azote. L’activité Ur a été évaluée selon la méthode adaptée de Tabatabai & Bremmer (1972). Dans un tube à essai, 1 g de sol frais a été pesé puis mélangé avec 6 mL de tampon acétate de sodium (50 mM, pH 6) contenant 20 mM d’urée. Le milieu réactionnel a été incubé pendant 2 heures (37 o C) puis centrifugé (2 mn, 4 o C, 12 000 g). La quantité d’ammonium (N-NH 4 + ) libéré par les uréases a été quantifiée par la méthode de Mulvaney (1996). Pour chaque échantillon, un témoin est réalisé dans des conditions identiques en remplaçant le tampon contenant le substrat par le tampon seul. L’activité Ur est exprimée en µmole de N-NH 4 + libéré par minute (U) et par gramme de sol sec (U.g -1 ). Activité des phosphomonoestérases alcalines (PMB) Les phosphomonoestérases alcalines sont des enzymes impliquées dans le cycle du phosphore. L’activité PMB a été mesurée selon la méthode de Tabatabai & Bremner (1969). Le milieu réactionnel est constitué de 1 g de sol frais, de 5 mL de tampon NaOH-glycine (0,1 M, pH 9,0) plus 1 mL d’une solution de p-nitrophényl phosphate (pNPP, 5 mM, NaOH-glycine à 0,1 M et pH 9,0). Après une incubation de 1 h à 30 o C, la réaction a été arrêtée par l’ajout de 1 mL de CaCl 2 (0,5 M) et 4 mL de NaOH (0,5 M). Après une centrifugation de 2 minutes à 12 000 g, la quantité de p-nitrophénol (p-NP) libérée à partir du p-NPP a été mesurée sur le surnageant à 412 nm. Pour chaque échantillon, un témoin est réalisé dans des conditions identiques en remplaçant la solution p-NPP par 1 mL de tampon acétate seul. Les activités PMA et PMB sont exprimées en µmole de p-NP libéré par minute (U) et par gramme de sol sec (U.g -1 ). Activité des phénol-oxydases (PO) Les enzymes de type phénol-oxydase sont impliquées dans la transformation des composés organiques aromatiques (lignine, phénols, charbon) et sont principalement d’origine fongique (Baldrian 2006). L’activité PO de type tyrosinase (EC 1.14.18.1) a été mesurée en utilisant le protocole de Saiya-Cork et al. (2002). Le milieu réactionnel est constitué de 0,5 g de sol frais et de 6 mL d’une solution de L-Dopa (3,4 dihydroxyphénylalanine, εM = 620 L.mol -1 .cm -1 ) à 25 mM dans un 65
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