Diplôme J.M. Boucher - EPHE

MINISTERE DE LA JEUNESSE, DE L’EDUCATION NATIONALE
ET DE LA RECHERCHE
ECOLE PRATIQUE DES HAUTES ETUDES
Sciences de la Vie et de la Terre
MEMOIRE
Présenté par
Jean-Marc Boucher
pour l’obtention du diplôme de l’Ecole Pratique des Hautes Etudes
« MISE EN EVIDENCE D’ECHINOCOCCUS MULTILOCULARIS CHEZ SES HÔTES
DEFINITIFS : LIMITES DES TECHNIQUES DE DIAGNOSTIC ACTUELLES »
devant le jury suivant :
Pr Jean-Marie EXBRAYAT : Président
Pr Michel VEUILLE : Examinateur
Dr Franck BOUÉ : Examinateur
Dr Francis RAOUL : Examinateur
Dr Régis HANOSSET : Rapporteur
soutenu le 03 avril 2007
Laboratoire de Biologie intégrative des populations
EPHE (Science de la Vie et de la Terre)
veuille@mnhn.fr
AFSSA Nancy - Laboratoire d’Etudes et de Recherches sur la Rage et la pathologie des animaux
sauvages
Directeur : Michel Veuille
Directrice : Florence Cliquet
f.boue@nancy.afssa.fr
EPHE Banque de Monographies SVT 1

« Recherche de la phase adulte d’Echinococcus multilocularis chez ses hôtes
définitifs : limites des techniques de diagnostic actuelles »
Jean-Marc Boucher
Le 03 avril 2007
RESUME
Cette étude a pour but d’évaluer le rôle des animaux domestiques (chiens et chats) dans la
transmission de l’échinococcose alvéolaire dans une région fortement endémique. Cette maladie
grave est provoquée par le développement chez l’Homme de la phase larvaire d’un petit cestode
vivant dans l’intestin de plusieurs espèces de carnivores (renard principalement, mais aussi chiens et
chats).
La première partie des travaux présentés ici concerne l’étude du portage de ce parasite dans
une population de chiens et de chats « tous venant » issue du canton d’Amancey dans le
département du Doubs. Trois zones potentielles ont tout d’abord été présélectionnées. Le choix
d’Amancey a été effectué après l’étude de plusieurs facteurs étudiés dans chacun des trois cantons :
présence du parasite dans les populations de renard à travers l’analyse de fèces récoltées autours des
villages, présence et nombre de cas humains dans chacun d’eux, indice de présence des hôtes
intermédiaires du parasite. Les échantillons fécaux récoltés ont été analysés à l’aide de plusieurs
techniques connues et publiées : un copro-test ELISA commercial qui permet de mettre en évidence
les copro-antigènes du parasite et la recherche et l’identification des œufs présents dans les fèces
par PCR et séquençage.
Dans une deuxième partie, les premiers résultats d’analyse obtenus, ont permis de mettre en
évidences les limites des techniques utilisées, et d’en déduire les méthodes utiles à leur
réévaluation. Enfin, nous expliquerons dans une dernière partie quelles sont les informations qui ont
pu être tirer de ces recherches sur le terrain et quelles sont les mesures techniques et stratégiques à
suivre dans la perspective de la poursuite de ce type d’étude sur le portage de la phase adulte
d’Echinococcus multilocularis chez ses hôtes définitifs.
MOTS-CLES : Echinococcus multilocularis ; renard ; chien ; chat ; copro-test ELISA ; PCR.
TABLE DES MATIERES
ABBREVIATIONS 4
I/ ETAT DES CONNAISSANCES 6
I.1/ ECHINOCCOCUS MULTILOCULARIS 7
I.1.A/ Cycle évolutif du parasite......................................................................... 7
I.1.B/ Le Parasite selon Thompson (1995)............................................................. 8
1/ Taxonomie d’E. multilocularis (Leuckart, 1863) :............................................. 8
2/ L’adulte................................................................................................. 8
3/ L’œuf.................................................................................................... 9
4/ Le métacestode........................................................................................ 9
I.1.C/ Les méthodes de diagnostic chez les hôtes définitifs et intermédiaires............... 10
1/ Chez l’hôte définitif................................................................................ 10
q Les méthodes de détection de la phase adulte dans l’intestin........................... 10
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q Les méthodes de détection du parasite dans les fèces..................................... 10
2/ Chez les hôtes intermédiaires et aberrants..................................................... 11
q Les méthodes de diagnostic in vivo.......................................................... 11
q Les méthodes de diagnostic post-mortem................................................... 11
I.2/ PATHOLOGIE HUMAINE ET EPIDEMIOLOGIE 13
I.2.A/ La maladie chez l’Homme........................................................................ 13
I.2.B/ Répartition géographique et épidémiologie................................................. 14
1/ Répartition géographique......................................................................... 14
2/ Dynamique de transmission...................................................................... 15
3/ Cas particulier du cycle synanthropique....................................................... 16
I.3/ PROBLEMATIQUE 18
BIBLIOGRAPHIE 20
ABBREVIATIONS
ADN : acide désoxyribonucléique
AFSSA : Agence Française de Sécurité Sanitaire des Aliments
ARN : acide ribonucléique
ARNr: ARN ribosomique
ARNsn : petits ARN nucléaires
CHU : centre hospitalier universitaire
CV : Coefficient de variation
d : densité
dNTP : désoxynucléotide triphosphate
DO : densité optique
DTT : dithiotréitol
EBLV-1 : European Bat Lyssavirus 1
EDTA : acide éthylène diamine tétra acétique
Eg : Echinococcus granulosus
ELISA : enzyme linked immunoabsorbent assay
Em : Echinococcus multilocularis
FN : faux négatif
FP : faux positif
g : accélération de gravité terrestre
IPTG : isopropylthio-ß-D-galactoside
IST : intestinal scraping technique
LB : milieu de Lubia-Bertani
LERRPAS : Laboratoire d’Etudes et de Recherche sur la Rage et les Pathologies des Animaux
Sauvages
MDO : moyenne des densités optiques
MSA : Mutualité Sociale Agricole
NADH : nicotinamide adénine dinucléotide déshydrogénase
pb : paire de bases
PCR : réaction de polymérisation en chaîne
PE : prévalence estimée
p/v : poids / volume
SCT : sedimentation and counting technique
SDS : sodium dodécyl sulfate
SE : sensibilité diagnostique
SERF : Santé et Environnement Rural, Université de Franche-Comté
SP : spécificité diagnostique
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SRPV : Service Régional de Protection des Végétaux
SVT : shaking in a vessel technique
Taq : Thermophilus aquaticus
TBE : tampon tris-acide borique -EDTA
TRIS : Tris-[hydroxyméthyl]-aminométhane
Tween 20 : polyoxyéthylène sorbitan monolaurate
UFR : unité de formation et de recherche
UV : ultra-violet
VN : vrai négatif
VP : vrai positif
VPN : valeur prédictive négative
VPP : valeur prédictive positive
X-gal : 5-bromo-4-chloro-3-indolyl-β-d-glucopyranoside
INTRODUCTION
L’échinococcose alvéolaire est une zoonose parasitaire grave que l’on trouve en France principalement
dans les régions de l’Est et dans le Massif Central. Elle est due au développement de la phase larvaire
d’un cestode, Echinococcus multilocularis. Cet agent biologique pathogène de niveau 3* [1] se
développe selon un cycle digénique (utilisant deux hôtes distincts). Les œufs du parasite disséminés par
les déjections des canidés, sont ingérés accidentellement par des rongeurs, mais aussi parfois par
l’Homme. Une fois ingérés, ils se développent dans le foie de ces hôtes en formant des kystes alvéolés.
Les conséquences de cette maladie chez l’Homme sont graves ; les traitements lourds et onéreux
rendent le développement de stratégies de prévention prioritaire en terme de santé publique.
Cette étude a pour but, d’évaluer plus exactement le rôle des animaux domestiques (chiens et chats)
dans la contamination humaine par l’échinococcose. Pour ce faire, nous avons essayé de déterminer la
prévalence d’Echinococcus multilocularis chez l’hôte définitif (principalement, chiens et chats
domestiques, mais aussi renard, l’hôte sauvage principal) afin d’obtenir des données épidémiologiques
permettant l’évaluation du risque d’infection humaine et les facteurs qui l’influencent dans une région
fortement endémique de cette zoonose. Dans ce cadre, deux types de diagnostic sur les fèces des
chiens, des chats et des renards ont été utilisés : un copro-test ELISA (recherche des copro-antigènes),
la PCR suivi du séquençage (mise en évidence de l’ADN d’Echinococcus multilocularis) et la
recherche des œufs au microscope. La première méthode nous permet d’estimer le taux d’infestation
des populations, tandis que la deuxième nous permet d’affiner le diagnostic à l’échelle individuelle. A
ces deux techniques s’ajoute la recherche post mortem de la phase adulte du parasite dans l’intestin des
renards uniquement.
Nous verrons donc dans ce mémoire, après avoir rappelé quelques données connues sur le parasite,
comment nous avons effectué cette étude et quelles conclusions nous avons pu en tirer. Puis nous
verrons comment, à travers cet essai terrain et l’analyse des résultats obtenus, nous avons pu mettre en
évidence les limites des techniques publiées utilisées, et en déduire les méthodes utiles à leur
réévaluation. Enfin, nous expliquerons dans une dernière partie quelles sont les mesures techniques et
stratégiques à suivre dans la perspective de la poursuite de cette étude épidémiologique sur le portage
du parasite par les animaux domestiques.
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I.1.A/ Cycle évolutif du parasite
I/ ETAT DES CONNAISSANCES
I.1/ ECHINOCCOCUS MULTILOCULARIS
Echinococcus multilocularis est un parasite digénique : il se développe selon un cycle proie-prédateur
faisant intervenir deux hôtes et une phase libre (Pétavy et al., 1991).
L’adulte est un tænia de 3 mm qui vit dans le tube digestif (intestin grêle) des hôtes définitifs (canidés des
genres Vulpes, Alopex, Canis et de façon moins spécifique chez certains Felis).
Les segments ovigères sont émis avec les fèces de l’hôte définitif lors de la défécation, permettant ainsi la
dissémination des œufs dans le milieu extérieur. L’œuf est ensuite ingéré par un rongeur, hôte
intermédiaire (principalement des familles Muridae & Arvicolidae). Dans son nouvel hôte, cet oeuf libère
un embryon, qui traverse la muqueuse intestinale et gagne le foie via la circulation sanguine. Cet embryon
se multiplie alors en formant des vésicules, dont la membrane germinative donne naissance à un
protoscolex. Ces éléments infectieux sont capables de redonner un adulte si l’hôte définitif ingère l’hôte
intermédiaire.
Le cycle sauvage intéresse principalement le renard roux (Vulpes vulpes) et de nombreux rongeurs
arvicolidés, mais dépend également de nombreux facteurs écologiques (humidité, pédologie, relief,
végétation…) qui influencent la survie de l’œuf lors de la phase libre (Ewald et al., 1991; Houin et al.,
1982).
Il existe également un cycle domestique avec des chiens et chats comme hôtes définitifs et des hôtes
intermédiaires commensaux de l’homme (souris, campagnols, mulots…) (Gottstein et al., 2001). Bien
entendu, il existe de nombreuses interactions entre le cycle sauvage et le cycle domestique (renards vivants
à proximité des habitations humaines, chiens vagabondant dans la nature…)
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L’Homme intervient dans le cycle comme hôte intermédiaire accidentel. Comme pour les autres hôtes
intermédiaires, l’œuf ingéré par erreur, libère l’embryon au niveau de l’intestin. Celui-ci remonte dans le
foie et s’y développe au détriment des cellules hépatiques. Dans ce cas, l’Homme, comme de nombreux
autres hôtes aberrants, représente une impasse parasitaire.
I.1.B/ Le Parasite selon Thompson (1995)
(Thompson, 1995)
1/ Taxonomie d’E. multilocularis (Leuckart, 1863) :
Huit espèces sont actuellement décrites dans ce genre Echinococcus :
E. multilocularis, E. granulosus (Eg), E. ortleppi (anciennement Eg Génotype 5), E. equinus
(anciennement Eg Génotype 4), E. canadensis (regroupe les Génotypes 6 à 10 de Eg dont la taxonomie
n’est pas encore résolue), E. vogeli, E. oligarthus (Romig et al., 2005; Thompson and McManus, 2002), et
plus récemment, E. shiquicus. (Xiao et al., 2005).
D’un point de vue morphologique, cinq espèces sur les huit se distinguent facilement les unes des autres
au stade adulte : E. multilocularis, E. granulosus, E. vogeli, E. Oligarthus et E. shiquicus.
En ce qui concerne E. ortleppi, E. equinus et E. canadensis, ces espèces se rapprochent
morphologiquement de E. granulosus, mais ne sont différentiables qu’au niveau génétique.
2/ L’adulte
L’hôte définitif se contamine par ingestion de rongeurs parasités. Dans l’estomac et dans l’intestin grêle,
les protoscolex se dévaginent, s’installent au fond des villosités intestinales grâce à leurs ventouses et à
leurs crochets. Il y a alors différentiation germinale (formation des segments ovigères) et somatique (taille
et délimitation des segments). A l’état mature, le ver comporte un scolex armé de ventouses musculaires et
de crochets, un cou, et des anneaux à des stades de maturation différents, les derniers anneaux contenant
les œufs matures. La fécondation, par des spermatozoïdes du même anneau ou par ceux d’un autre ver,
aboutira à la formation des œufs.
La maturation depuis le protoscolex jusqu’au ver adulte dure environ 20 jours. Celui-ci s’installe
préférentiellement dans la partie postérieure de l’intestin grêle. L’hôte définitif n’est que peu affecté par le
parasite, aucune réaction locale n’est notée (hormis une hyper production de mucus lors de fortes
infestations).
La production des œufs est rapide (28 à 35 jours après l’infestation) mais les œufs sont peu nombreux
(200 œufs par anneaux, les segments ovigères se détachent principalement entre 30 et 50 jours après
l’infestation puis tous les 7 à 10 jours). (Nonaka et al., 1996; Thompson and Eckert, 1982)
3/ L’œuf
Il ne s’agit pas du zygote, mais de l’embryon et de ses enveloppes. Sa morphologie est identique à celle
EPHE Banque de Monographies SVT 6

des autres Taeniidae (20-30 µm). De nombreuses membranes entourent l’oncosphère, notamment
l’embryophore qui assure la survie de l’embryon dans le milieu extérieur (les autres membranes sont
rapidement détruites).
Des œufs de tænia peuvent ainsi survivre plus d’un an à 7°C (Gemmell, 1977). Dans des conditions plus
difficiles, les œufs d’Echinococcus multilocularis peuvent survivre 54 jours à –26°C (Sweatman and
Williams, 1963), et sont tués à –80° C en 48 heures, ce qui représente le meilleur moyen pour inactiver les
prélèvements reçus au laboratoire (Veit et al., 1995).
Les œufs peuvent aussi être tués lorsqu’ils sont soumis à de plus fortes températures : ils sont détruits en 5
minutes entre 60 et 80°C, et de façon instantanée à 100°C. Ils sont en outre très sensibles à la
déshydratation, ils perdront leur capacité d’infection en deux journées à 25°C en présence d’une humidité
relative de 27 %. (Eckert et al., 2001b)
Lorsque les œufs sont ingérés par l’hôte intermédiaire, l’embryophore est détruit et l’embryon hexacanthe
est libéré : il s’insère dans les villosités intestinales où ses sécrétions entraînent une lyse tissulaire locale. Il
pénètre alors dans le système Porte et se localise principalement dans le foie.
4/ Le métacestode
La larve d’Echinococcus multilocularis est multivésiculaire, la face interne de ses vésicules étant tapissée
par la membrane germinative (syncytium de cellules indifférenciées). C’est le syncytium proliférant qui
remplit rapidement la cavité vésiculaire.
La larve, une fois installée, donne naissance aux protoscolex (sorte de scolex invaginés), qui, après
dévagination, pourront donner des vers adultes chez l’hôte définitif. Cette production de protoscolex est
assez rapide (60 à 120 jours), ce qui pourrait être une adaptation à des hôtes intermédiaire à durée de vie
courte (Eckert et al., 2001a).
La multiplication de la larve (polyembryonie) aboutit à une véritable multiplication clonale de l’embryon.
De plus, les cellules germinales peuvent se détacher et se disséminer à distance, ce qui explique la
présence de métastases dans de nombreux organes lors de certaines infestations humaines (Gottstein et al.,
2002).
I.1.C/ Les méthodes de diagnostic chez les hôtes définitifs et intermédiaires
1/ Chez l’hôte définitif
Pour des raisons de sécurité du manipulateur, les échantillons issus des hôtes définitifs (fèces et intestins)
devront dans tous les cas être décontaminés à –80°C pendant une semaine avant toute manipulation. Cette
procédure permet de tuer les œufs contaminant (Veit et al., 1995).
q Les méthodes de détection de la phase adulte dans l’intestin
Trois techniques classiques de parasitologie permettent la mise en évidence de la forme adulte du
EPHE Banque de Monographies SVT 7

parasite à partir des cadavres d’hôtes définitifs : l’examen, sous une loupe binoculaire, du produit de
raclage d’une partie de la muqueuse de l’intestin grêle (IST) à l’aide de lamelles d’observation, la
recherche microscopique après concentration par sédimentation (SCT) (Eckert et al., 2001a), et une
technique « d’agitation-filtration dans un récipient fermé » (SVT) plus récemment décrites (Duscher et al.,
2005), qui permet un dénombrement relativement précis des parasites au microscope. L’IST permet de
mettre en évidence le parasite sans pouvoir le dénombrer, mais a l’avantage d’être plus rapide que la SCT
ou la SVT. Par rapport à la technique de sédimentation, la sensibilité de la méthode de raclage est de 78%
(Hofer et al., 2000). La technique de comptage après sédimentation (SCT) est quant à elle la technique de
référence (Eckert, 2003). Elle est très sensible, puisqu’elle permet de détecter un seul ver par intestin.
Enfin, la SVT est un compromis entre les deux précédentes : elle présente une sensibilité de 96% selon les
auteurs. La spécificité de ces trois méthodes est de 100%, et présentent en outre l’avantage de permettre la
détermination du stade de développement des parasites détectés.
q Les méthodes de détection du parasite dans les fèces
Deux techniques permettent de mettre en évidence le parasite chez l’hôte définitif vivant ont été mises au
point dans plusieurs laboratoires: L’ELISA et la PCR. Ces méthodes sont utilisées sur les matières fécales
fraîches ou ayant été prélevées directement sur le terrain.
Ø Le copro-ELISA
L’ELISA permet la détection des copro-antigènes sécrétés par les vers adultes dans l’intestin (Deplazes et
al., 1999; Kohno et al., 1995; Sakai et al., 1998a). Certaines de ces méthodes utilisent des anticorps
polyclonaux dirigés contre les antigènes sécrétés par les vers adultes. D’autres utilisent un anticorps
monoclonal (EmA9) isolé chez le renard (Nonaka et al., 1996; Sakai et al., 1998b). Ces techniques ont une
spécificité théorique d’environ 95%, et une sensibilité variant de 85% à 95% selon les auteurs (Eckert and
Deplazes, 2001). Cependant, cette sensibilité est beaucoup moins bonne en cas de faibles charges
parasitaires (Nonaka et al., 1998; Raoul et al., 2001b).
Ø La PCR
La technique PCR consiste en l’amplification entre deux paires d’amorces d’une séquence spécifique
d’ADN du parasite. Les deux cibles principales utilisées pour la détection d’Echinococcus multilocularis
sont le gène de l’ARNsn U1 (petit ARN nucléaire impliqué dans la maturation de l’ARNm), et le gène
codant pour l’ARNr 12S (ADN mitochondrial codant pour la petite sous unité ribosomale). Selon la
littérature, la spécificité de ces techniques est de 100%, tandis que la sensibilité varie selon les méthodes
de 89% à 94% (Bretagne et al., 1993; Dinkel et al., 1998; Mathis et al., 1996; Monnier et al., 1996; Van
Der Giessen et al., 1999). Cependant, la présence de nombreux inhibiteurs de la Taq polymérase dans les
fèces, nécessite une technique d’extraction et de purification des acides nucléiques particulière. La
technique de PCR est généralement considéré comme un test de deuxième intention qui valide les
résultats obtenus après analyse avec une technique ELISA (Eckert et al., 2001a).
2/ Chez les hôtes intermédiaires et aberrants
EPHE Banque de Monographies SVT 8

q Les méthodes de diagnostic intra vitam
Intra vitam, les anticorps sériques spécifiques d’Echinococcus multilocularis (Em2, EmG11, II/3-10)
peuvent être détectés chez la plupart des hôtes intermédiaires et aberrants (Deplazes and Eckert, 2001).
Après biopsie, les antigènes Em2 et EmG11 spécifiques du métacestode peuvent être détectés par ELISA,
et les fragments du cuticule du métacestode sont mis en évidence par immunohistochimie à l’aide de
l’anticorps monoclonal EmG11 (Deplazes and Gottstein, 1991). En outre, des techniques d’imagerie,
notamment l’échographie, peuvent être utilisées conjointement aux techniques décrites ci-dessus (Craig,
2006; Haller et al., 1998).
q Les méthodes de diagnostic post-mortem
Chez les rongeurs hôtes naturels du parasite comme chez les hôtes aberrants, un examen visuel du foie et
de la cavité abdominale permet de déceler la plupart des lésions. Les techniques d’histopathologie sont les
méthodes les plus adaptées pour la confirmation ou l’infirmation de l’étiologie des lésions suspectées
observées au cours des autopsies (Houin et al., 1982). Ainsi de nombreuses espèces comme le porc, le
cheval, le chien, le ragondin, diffèrentes espèces de singe ont été décrites dans la littérature comme hôtes
possibles de la phase larvaire du parasite (Deplazes and Eckert, 2001; Geisel et al., 1990; Ohbayashi,
1996; Worbes et al., 1989). A noter que le développement de la larve est souvent incomplet (absence de
protoscolex) chez certaines espèces (porcs, sangliers notamment) (Boucher et al., 2005; Deplazes et al.,
2005; Sydler et al., 1998) et aboutit dans de nombreux cas à la mort de la larve (Pfister et al., 1993). De
ce fait, ces espèces sont donc des impasses parasitaires. Inversement, chez d’autres espèces, une altération
marquée de l’état général accompagné des signes cliniques classiques (hépatomégalie, jaunisse, perte
d’appétit…) aboutit rapidement à la mort de l’animal (singes et chiens notamment). Enfin, dans de
nombreux cas, l’identification de lésions très petites et/ou atypiques, ne peut se faire qu’à l’aide de la
biologie moléculaire ou de l’immunohistochimie (Boucher et al., 2005; Lightowlers and Gottstein, 1995).
I.2/ PATHOLOGIE HUMAINE ET EPIDEMIOLOGIE
I.2.A/ La maladie chez l’Homme
Chez l’Homme, cette cestodose larvaire a une localisation essentiellement hépatique et son évolution est le
plus souvent fatale lorsque le diagnostic est établi tardivement (Vuitton, 1997). La phase d’installation de
la maladie est habituellement longue (plusieurs années) et silencieuse. Le diagnostic est donc très rarement
évoqué en début d’infection.
La pathologie est essentiellement due à la réaction immunologique, source de granulomes inflammatoires
et de fibroses. La fibrose suit le développement du parasite (bourgeonnement et protusion dans les tissus
sains), aboutissant à une destruction des structures hépatiques. A terme, cette fibrose entraîne une
obstruction des voies biliaires et une hypertension de la veine porte.
Les traitements chimiques (mébendazole, albendazole) permettent dans de nombreux cas de stabiliser les
lésions, mais le seul traitement définitif quand il est possible, reste la chirurgie (Eckert and Jacquier,
EPHE Banque de Monographies SVT 9

1989). Ces thérapeutiques particulièrement lourdes soulignent la nécessité d’une prévention des
contaminations humaines (information des populations à risque, stérilisation des fruits, protection des
potagers, précautions particulières pour la manipulation des carcasses d’animaux…) (Eckert and Deplazes,
1999).
En 35 ans, de 1948 à 1983, environ 200 cas humains ont été répertoriés en France. Depuis, en 19 ans, de
1981 à 2000, 455 cas ont été détectés en Europe dont 212 français (Kern et al., 2003) (figure 6). Cette
augmentation des cas est certainement en partie due à l’amélioration des méthodes diagnostiques depuis
une dizaine d’années, en particulier la pratique de l’échographie (Bresson-Hadni et al., 2000; Costes et al.,
2005), ainsi qu’à l’intérêt grandissant de nombreux laboratoires et hôpitaux pour cette parasitose.
Cependant, compte tenu de la localisation des derniers cas détectés (85 cas entre 2000 et 2004), cette
élévation du nombre de patient semble également être due à un accroissement de l’incidence de la maladie
et à son extension géographique (Bresson-Hadni et al., 2004; Costes et al., 2005). Comme pour de
nombreuses autres zoonoses, l’augmentation des populations de renards observée depuis une dizaine
d’années pourrait être une des causes principales de cette extension en Europe (Boucher et al., 2001;
Sréter et al., 2003).
Les populations rurales, qui habitent dans les zones de forte endémie du parasite, sont les plus touchées
par la maladie. Mais celle-ci peut également toucher des populations citadines ayant gardé des mœurs
rurales (chasse, cueillette, jardinage…) (Bresson-Hadni et al., 1997; Kern et al., 2004).
Le comportement des maîtres vis à vis de leurs animaux domestiques semble être également important,
d’où la nécessité absolue de posséder une méthode diagnostique individuelle adaptée pour ces animaux.
I.2.B/ Répartition géographique et épidémiologie
1/ Répartition géographique
Plusieurs foyers connus se répartissent dans diverses régions de l’hémisphère Nord de la planète, incluant
l’Amérique du nord (Alaska et plusieurs états du nord des Etats-Unis), l’Europe centrale, une grande partie
du nord et du centre de l’Eurasie (Kazakhstan, sud-est de la Russie, Mongolie, Chine, Japon et la Turquie,
l’Iran et le nord de l’Inde comme limite sud de cette zone). En outre quelques cas sporadiques ont été
détectés dans des régions montagneuses du nord de l’Afrique (Eckert et al., 2001d) (Figure 7). Chacune
des zones endémiques décrites possède ses propres spécificités : hôtes définitifs et intermédiaires
principaux différents, paysages et mode de vie des populations diffèrents, qui aboutissent à des situations
épidémiologiques diverses et variées (Eckert et al., 2001d; Giraudoux et al., 2006; Vuitton et al., 2003).
Dans nos régions (centro-européennes), ce cycle intéresse principalement le renard roux (Vulpes vulpes)
(10 à 60 %, (Ewald et al., 1991)) et de nombreux rongeurs arvicolidés (à de très faibles prévalences,
(Giraudoux et al., 2002; Houin et al., 1982 ). Selon la littérature, le foyer principal d’échinococcose
alvéolaire en Europe se retrouvait au début des années 90 dans une zone comprenant l’Autriche, la Suisse,
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la France et l’Allemagne (figure 8).
Cependant, de plus récentes études ont montré un élargissement des foyers existants notamment en Europe
centrale. Le parasite a en effet été détecté dans des pays comme la Pologne, la République Tchèque, le
nord de l’Italie, la Belgique, le Luxembourg, le Liechtenstein, les Pays Bas, le Danemark, la Slovénie, la
Bulgarie et la Roumanie (Eckert et al., 2000; Eckert et al., 2001d; Manfredi, 2002; Saeed et al., 2006).
Les régions françaises atteintes actuellement sont principalement situées dans le Nord-Est et l’Est du pays
(Haute-Savoie, Savoie, Massif central, l’Ain, le Jura, le Doubs, la Haute-Saône, les Vosges, le Haut et le
Bas-Rhin, la Meurthe et Moselle, la Moselle et plus récemment les Ardennes (Depaquit et al., 1998)). En
outre, ces zones atteintes semblent s’étendre vers l’ouest et le sud du pays, avec l’apparition récente de
nouveaux cas humains dans des zones jusque là indemnes (Aveyron-Lozère, Bassin Parisien, Normandie)
(Bresson-Hadni et al., 2004; Costes et al., 2005; Piarroux et al., 2005).
2/ Dynamique de transmission
Cette répartition est due au cycle de survie d’Echinococcus multilocularis, et notamment à l’existence
d’une phase libre : un climat froid et humide permet une survie des œufs dans les fèces et donc le
maintien de la maladie (Aubert et al., 1987; Veit et al., 1995), mais d’autres déterminants écologiques
semblent influencer le filtre de rencontre entre le parasite et ses hôtes, notamment la composition
paysagère (Raoul, 2001), la densité et le comportement alimentaire des différents hôtes (Giraudoux et al.,
2002).
Ces déterminants opèrent à des échelles spatiales et temporelles diffèrentes, et peuvent avoir des effets
antagonistes ou synergiques qui rendent l’étude de cette parasitose difficile (Giraudoux et al., 2002;
Giraudoux et al., 2003) : Par exemple, les modifications paysagères intervenues à partir des années 1960
dans les zones d’endémies en France (augmentation des surfaces « toujours en herbe » pour la production
laitière et ces conséquences sur la prolifération des campagnols, hôtes intermédiaire d’Echinococcus
multilocularis) ont pu contribuer à l’augmentation des cas lors des années 80 et 90 en favorisant la
rencontre des hôtes intermédiaires parasités avec les futurs hôtes définitifs (Viel et al., 1999). Il a été
remarqué en outre, que dans plusieurs foyers, des variations importantes des prévalences annuelles dans
les populations de renard étaient certainement liées aux fluctuations des densités de plusieurs espèces de
rongeurs lors des périodes de pullulation (Raoul, 2001), ces pullulations et leur dynamique étant ellesmême
liées aux structures du paysage (Delattre et al., 1999; Giraudoux et al., 1997). Dans les régions
contaminées, il existe en outre une hétérogénéité des cas d’infestation humaine et vulpine. La présence et
les densités des différentes espèces de rongeurs et du renard roux semblent déterminantes, et méritent une
analyse fine (Artois et al., 1986; Giraudoux et al., 2002; Pesson and Carbiener, 1989). Cependant, d’autres
facteurs, comme les conditions climatiques et micro climatiques qui influencent la survie de l’œuf lors de
la phase libre ou le mode de vie des populations à risque, sont également extrêmement importants et
doivent être étudiés dans le détail, puisqu’ils influencent in fine le taux de contamination des populations
humaines (Giraudoux et al., 2006; Jiang, 2005; Kern et al., 2004; Tiaoying et al., 2005; Wang et al.,
2006).
Actuellement en Europe, l’augmentation globale de la population vulpine (Chautan et al., 2000),
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l’augmentation de la fréquence d’infestation des renards dans toutes les zones d’endémie étudiées (Est de
la France, Sud de l’Allemagne) (Giraudoux et al., 2001; Romig et al., 1999) et l’installation urbaine des
renards (Hegglin et al., 1998) pourraient contribuer à la recrudescence de la maladie et surtout à des
modifications de sa localisation géographique (Hofer et al., 2000).
3/ Cas particulier du cycle synanthropique
Dans ce cycle, les chiens et les chats interviennent comme hôtes définitifs. L’infection est acquise, comme
dans le cycle sauvage, par la consommation de rongeurs parasités. On peut noter cependant que le chat
semble avoir un rôle moins important que le chien dans ce cycle, en effet, le ver adulte semble avoir plus
de difficultés pour se développer chez cet hôte (Thompson et al., 2003; Thompson et al., 2006). Le rôle
joué par les animaux de compagnie dans le cycle synanthropique est mal connu en Europe, mais il semble
être une source de contamination pour l’Homme dans certains milieux socio-économiques (Schantz et al.,
1995; Stehr Green et al., 1988). Jusqu’à aujourd’hui, ce cycle a été décrit dans différents pays comme la
Suisse, (Deplazes et al., 2004; Gottstein et al., 2001), l’île St Laurent en Alaska (Rausch et al., 1990), et la
république de Chine, (Lin and Hong, 1991; Tiaoying et al., 2005). Cependant, l’importance de ces hôtes
définitifs semble extrêmement variable selon les régions et les situations épidémiologiques des zones de
forte endémie : en Suisse, par exemple, les prévalences maximales observées sont de 7% et 3%
respectivement pour le chien et le chat en zone rurale contre 0.3% et 0.4% en zone urbaine (Deplazes et
al., 2004; Gottstein et al., 2001), alors qu’en Chine, des données récentes tendent à prouver que le rôle des
animaux domestiques et notamment du chien dans la contamination humaine peut être plus important que
ce qui était décrit jusque là. En effet, dans cette étude, la prévalence calculée après une étude de purgation
sur 371 chiens a été estimée dans un intervalle compris entre 13 et 33% (Budke et al., 2005).
A l’heure actuelle, il existe peu de données sur la prévalence d’Echinococcus multilocularis chez les
animaux domestiques en France. Une première étude réalisée dans le massif central a permis de mettre en
évidence, après un traitement à l’arécoline, un chien porteur d’Echinococcus multilocularis sur les neuf
étudiés (Pétavy et al., 1991). Une seconde étude du même auteur a montrer que trois chats sur les 81
étudiés étaient porteur du parasite dans une zone d’étude située en Haute-Savoie et dans l’Ain (Pétavy et
al., 2000). Ces études basées sur des résultats d’autopsies ont le désavantage d’avoir été réalisé sur des
populations présélectionnées (animaux trouvés morts) ou sur un nombre insuffisant d’individus pour en
tirer des conclusions épidémiologiques significatives (Deplazes and Eckert, 2001).
La détermination de la prévalence d’Echinococcus multilocularis chez l’animal domestique reste donc
indispensable à l’établissement de données épidémiologiques permettant la surveillance et l’évaluation du
risque d’infection humaine dans les régions endémiques françaises de cette zoonose (Deplazes and Eckert,
2001).
I.3/ PROBLEMATIQUE
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Le développement d’Echinococcus multilocularis passe par trois stades (œuf, métacestode et adulte),
faisant intervenir deux types d’hôtes (intermédiaire et définitif) et une phase libre. Il s’agit d’un cycle
d’autant plus complexe à étudier que la spécificité des hôtes n’est pas absolue. Cette diversité permet au
parasite de se maintenir dans différents milieux (cycle sauvage et domestique, grande répartition
géographique…). Ce manque de spécificité est aussi à l’origine des infestations humaines, causant de
graves lésions hépatiques.
L’étude de ce cycle nécessite donc des moyens diagnostiques sensibles et spécifiques afin de réaliser des
mesures de prévalence et d’établir des modèles permettant d’expliquer la dynamique de transmission. Ces
moyens doivent alors tenir compte de diffèrents facteurs particuliers à la biologie d’Echinococcus
multilocularis : faible taux de rongeurs infectés (moins de 1/1000, (Artois et al., 1986), absence de moyen
pour distinguer les œufs d’Echinococcus multilocularis des autres œufs de Taeniidae au microscope,
faible nombre d’œufs dans certains cas, diversité des hôtes définitifs (sauvages et domestiques), influence
des facteurs climatiques, paysagers, géographiques et saisonniers sur la quantité et la capacité infectieuse
des œufs. Par ailleurs la plupart des zones endémiques françaises présentent les deux formes principales
d’Echinococcus (multilocularis & granulosus), ceci nécessitant une différenciation indispensable des deux
formes de tænia. Dans cette étude, différentes techniques permettant de faire cette distinction et d’évaluer
la prévalence du parasite chez l’hôte définitif sont donc utilisées: autopsie des hôtes définitifs sauvages
(Hofer et al., 2000), recherche des œufs et des copro-antigènes dans les fèces des hôtes définitifs :
microscopie, ELISA (Deplazes et al., 1999), PCR (polymérisation en chaîne de l’ADN) (Mathis et al.,
1996; Monnier et al., 1996).
La région Franche-Comté est connue comme étant une zone fortement endémique de cette parasitose. Le
département du Doubs a été retenu dans le cadre de cette étude pour trois principales raisons :
1) des nombreux cas humains déclarés (Bresson-Hadni et al., 1994; Kern et al., 2003; Raoul et al., 1997)
2) de la prévalence importante d‘E. multilocularis chez le renard (Raoul et al., 2001b),
3) des nombreux travaux scientifiques sur le cycle parasitaire d’E. multilocularis qui y ont été menés
(Raoul, 2001; Raoul et al., 2003).
Les dernières données disponibles sur le portage d’Echinococcus multilocularis par les renards dans le
département du Doubs ont été réalisées entre 1996 et 2000 (Raoul et al., 2001b; Raoul et al., 2003). Les
prévalences obtenues dans plusieurs cantons du département (autopsies effectuées au cours des hivers)
étaient comprises selon les diffèrents cantons étudiés entre 10 et 78% (Raoul et al., 2001b), ce qui
représente une base excellente pour débuter notre étude.
Le but de notre étude est dans un premier temps d’essayer d’établir un lien entre le taux d’infestation
vulpine et le portage du parasite chez les animaux domestiques de la même zone à un moment donné.
Pour cela nous avons réalisé des prélèvements dans les deux populations sur une même période d’un
mois. Dans un deuxième temps, nous avons essayé de mettre en relation la présence du parasite chez ces
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animaux domestiques avec leurs habitudes de vie à l’aide d’un questionnaire rempli par leurs propriétaires
au moment du prélèvement de fèces.
Cette nouvelle étude sur les hôtes définitifs domestiques d’Echinococcus multilocularis devrait permettre
d’éviter les biais des études précédentes et donc d’évaluer plus exactement les relations existantes entre les
cycles sylvatique et synantropique du parasite, ainsi que le véritable rôle des chiens et des chats dans la
transmission de la maladie à l’Homme.
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[1] Cette classe de microorganisme comprend les agents biologiques pouvant provoquer une maladie grave chez l’homme et constituer un
danger sérieux pour les travailleurs ; leur propagation dans la collectivité est possible, mais il existe généralement une prophylaxie ou un
traitement efficaces, cependant la présence de l’étoile sous-entend un risque d’infection limité car cet organisme n’est normalement pas
infectieux par voie aérienne.
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