French - CIFOR

UNIVERSITE DES SCIENCES ET FACULTE DES SCIENCES DEPARTEMENT DE BIOLOGIE
TECHNIQUE DE MASUKU
MEMOIRE DE STAGE DE MASTER 1
BIOLOGIE DES POPULATIONS ET DES ECOSYSTMES ;
OPTION : Animale
Année académique 2O1O –2011
Thème :
IDENTIFICATION DES MOUCHES HEMATOPHAGES AU BAI DE MOMBA
OKOUYI
MBANG NGUEMA Ornella Anaïs
Sous la supervision
Dr. Jacques François MAVOUNGOU
1

I .INTRODUCTION ………………………………………………………………………...2
II. GENERALITES SUR LES MOUCHES HEMATOPHAGES….…………………........3
II. 1. Les Glossines …………………………………………………… ………………...3
II. 1. 1: Classification…….………………………………………………………………3
II. 1. 2. Morphologie…………………………………………………….…...…………..3
II. 1. 3 Cycle de développement ………………………………………………………...4
II. 1. 4 : Ecologie…………………………………………………………………………4
II 1. 5. Nuisances causées par les Glossines …………………………………………….5
II. 2. Les Stomoxes………………………………………………………………………6
II. 2. 1. Morphologie…………………………………………………………………….7
II. 2. 2. Classification…………………………………………………………………….7
II 2. 3. Cycle de développement …………………………………………………………7
II 2. 4. Ecologie…………………………………………………………… ……. ……...7
II.2.5. Nuisances causées par les Stomoxes……………………………………………...7
II. 3. Les Tabanidae……………………………………………………………………………....8
II. 3. 1. Morphologie………………………………………………………………….....8
II. 3. 2. Classification………………………………………………………………...….9
II. 3. 3. Cycle de développement……………………………………………………...…9
II. 3. 4. Ecologie……………………………………………………………………......10
II .3.5. Nuisances causées par les Tabanidés ………………………………………..….11
III. Matériel et Méthodes……………………………………………………………..…..15
IV. Résultats.......................................................................................................................17
V. Discussion ……………………………………………………………………...……..19
VI. Conclusion…………………………………………………………………..……….23
Références Bibliographiques ………………………………………………..………...25
RESUME………………………………………………………………………..…………..31
2

LISTE DES ILLUSTRATIONS
Figure 1 : Morphologie générale d’une Glossine……………………………………………4
Figure 2 : Cycle de développement des Glossines…………………………………………..5
Figure 3 : Morphologie générale d’un stomoxe……………………………………………..6
Figure 4 : Cycle de développement des stomoxes…………………………………………..7
Figure 5 : Morphologie générale d’un Tabanide.……………………………………………9
Figure 6 : Cycle de développement des Tabanides ………………………………………...10
Figure 7 : Localisation du Baï de Momba ………………………………………………….11
Figure 8 : Le piège vavoua en activité ……………………………………………………...13
Figure 9 : Pourcentage des captures dans les deux milieux (Baï et Forêt) …………………14
Figure 10 : Répartition et abondance (DAP) des différentes familles d’insectes……… … .15
Figure 11 : répartition de l’abondance des diptères hématophages en fonction du biotope...16
3

Remerciements
Je remercie l’ensemble des membres du Département de Biologie de l’Université des
Sciences et Techniques de Masuku (USTM). Mes remerciements vont particulièrement à
l’adresse du Dr Nicaise Lepengue, Chef de Département de Biologie de la Faculté des
Sciences et aux Dr Patrick Mickala et Dr Ibrahim.
Mes sincères remerciements à l’endroit du Dr Jacques François Mavoungou (IRET, Gabon)
pour m’avoir ouvert sa porte, de m’avoir accordé patience et disponibilité.
J’adresse mes vifs remerciements à Roland Zinga (IRET, Gabon), pour son implication dans
les missions sur le terrain, pour l’aide prodiguée tout au long de ce stage.
Mes remerciements vont également vers toute l’équipe de l’Institut de Recherche en Ecologie
Tropicale, pour la logistique mise à ma disposition, ainsi que les nombreux conseils durant
mon séjour : le Dr Alfred Ngomanda, Directeur de l’IRET, Docteurs Nestor Engone Obiang,
Joseph Okouyi, Donald Midoko Iponga, Rosalie Ngoua et Mr Clency Mikala Okouyi.
Je remercie mes parents : Ma mère Catherine Zouga, mon père J.P. Moubangou, Ma Tante M
C ADA, Mes frères et sœurs : Ulrich, Carine, Loïc Assembe neveux
Assembe Winy, Jarich, Chade, Talia, Stanley.
Mes remerciements au Dr Simplice Ndong Ondo,pour ses précieux conseils
Que tous mes Frères, Sœurs et amis dont les noms ne sont pas mentionnés ici mais qui ont
toujours contribué à mon épanouissement soient assurés de ma profonde reconnaissance.
Ce travail a été réalisé Grâce au financement du Secrétariat des ACP et de la commission de
l’Union Européenne, via EU- ACP « Establishment of a Forestry Research network for ACP
countries» projet (9 ACP RPR 91#1- FORENET).
L’essentiel du travail de terrain a été réalisé à Makokou. Je le dois avant tout à Guy Roger,
Stéphane, Roland, Clency, Frédérique, Rodrigue, Fred Loïc. Permettez-moi de vous exprimer
ma reconnaissance pour m’avoir accordé votre temps dans cette aventure à travers la forêt
pour capturer les mouches.
4

I. Introduction
Les diptères constituent un ordre important dans le taxon des insectes. Ils présentent des
biologies très variées, mais ils jouent souvent un rôle majeur dans la transmission des
pathogènes à l’homme ou à l’animal. Par ailleurs, ces insectes en raison de leur
hématophagie, représentent un fléau par leur nuisance directe (harcèlement et prédations
sanguines) mais aussi par leur rôle de vecteur potentiel d’agents pathogènes (Leclercq, 1971 ;
Zumpt, 1973 ; Foil & Gorham, 2000).
En outre, la province de l’Ogooué Ivindo (Nord Est du Gabon) abrite 3 parcs nationaux à
savoir le parc de la lopé, le parc de Mwagna et le parc national de l’Ivindo qui est l’un des
parcs les plus riches en diversité biologique et a une écologie assez connue, il fait l’Object de
nombreuses études (Makanga, 2009). Ce dernier renferme plusieurs Baïs; qui sont des
clairières marécageuses forestières riches en sels minéraux où viennent s’abreuver et se
nourrir une multitude d’animaux sauvages (Magliocca & Gauttier-Hion, 2011). C’est le cas
du Baï de Momba-Okouyi, qui compte actuellement l’une des plus grandes concentrations et
diversité d’animaux sauvages. Ces milieux regorgent de plusieurs pathogènes qui peuvent
être transmis par les insectes vecteurs en l’occurrence les mouches hématophages comme les
Glossines, les Stomoxes et les Tabanidés (Mavoungou, 2007).
Avec la mise en place des circuits touristiques dans ce Baï, la circulation des animaux et des
touristes; il semble nécessaire d’étudier les relations qui existent entre mouches
hématophages-animaux sauvages-hommes dans cette clairière.
Comme dans la majeure partie du Gabon, les mouches hématophages du Baï de Momba
Okouyi (Nord Est du Gabon) demeurent encore mal connues (Mavoungou 2008), et ce
malgré l’existence des travaux effectués dans quelques localités (Zinga, 2009; Makanga,
2009 ; Mavoungou & al., 2008b). Aussi, les connaissances écologiques et biologiques portant
sur les différents groupes de diptères hématophages demeurent fragmentaires. Ainsi la
connaissance de la répartition et l’abondance relative des différentes espèces des diptères
hématophages, des variations saisonnières et de leurs préférences écologiques sont des
éléments nécessaires à l’évaluation de l’importance sanitaire de ces insectes et à l’élaboration
des stratégies de contrôle en cas de transmission de pathogènes. De ce fait, les recherches sur
les diptères hématophages au Baï de Momba-Okouyi interviennent dans le cadre de l’étude
5

de la diversité de l’entomofaune, mais aussi dans celui de l’étude des insectes potentiellement
vecteurs d’agents pathogènes.
Pour cette raison, des prospections entomologiques ont été réalisées au Baï de Momba-
Okouyi pendant 20 jours. L’objectif de ce travail a été d’identifier les mouches hématophages
présentes dans ce Baï.
La première partie de ce travail présentera les généralités sur les mouches hématophages et la
deuxième partie sera consacrée à l’étude réalisée.
II. Généralités sur les mouches hématophages
Les mouches hématophages sont des insectes qui se nourrissent du sang des animaux
sauvages et/ou domestiques comme les Céphalophes, chat doré, le porc et même de l’homme
(Gilles, 2005 ; Acapovi, 2001 ; Mavoungou et al. 2008b,). Elles ont des morphologies et des
biologies variées. Notre étude s’est focalisée particulièrement sur les Glossines, les Stomoxes
et les Tabanides.
II. 1. Les Glossines
II. 1. 1 : Classification
Les Glossines sont des diptères brachycères (Avec antennes courtes, sans arista) de la famille
des Glossinidae (Pollock 1992 ; Simone, 2003; Bouyer, 2006). Appartenant au seul genre
Glossina Wiedmann, 1830 (Acapovi, 2001), ce groupe comprend 31 espèces ou sous espèces
distribuées en 3 sous genres (Bouyer, 2006).
II. 1. 2. Morphologie
Les Glossines sont des mouches robustes dont la taille varie entre 6 et 16 mm (figure1). Chez
ces mouches, mâle et femelle sont hématophages (Bouyer, 2007 ; Bouyer, 2009). Elles
prélèvent leurs repas de sang chez l’homme et les animaux comme les Bovins, varans,
crocodiles (Bouyer, 2009). Le dimorphisme sexuel est marqué, car les mâles sont souvent
plus petits que les femelles.
6

Thorax
Aile
Figure 1: Morphologie générale d’une Glossine
II. 1. 3 Cycle de développement
L’appareil génital mâle des glossines comprend deux testicules prolongés chacun par un
canal déférent. Les deux canaux déférents se réunissent en un canal éjaculateur qui débouche
dans l'appareil phallique. Les mâles sont sexuellement aptes à l'accouplement vers le 6 ème jour
après la mue imaginale (Nash, 1955).
Les organes génitaux de la femelle comprennent deux ovaires contenant chacun deux
ovarioles. Les oviductes de chaque ovaire se réunissent pour former l’oviducte commun qui
débouche dans l’utérus. Lors de l’accouplement, le mâle dépose un spermatophore dans
l’utérus de la femelle. Le sperme est alors emmagasiné dans les spermathèques qui sont
remplis à l’occasion d’un seul accouplement (Buxton & Lewis, 1934). L’œuf fécondé par les
spermatozoïdes se développe dans l’utérus pour devenir une larve de stade I (figure 2). Cette
dernière augmente de taille et subit deux mues successives qui la font passer du stade I au
stade III (Roberts & Pell, 1972). La larve est déposée sur le sol avant la fin du stade III. La
larve s’enfouit dans le sol où elle se transforme en pupe. La première larve est émise vers le
20 ème jour après l’émergence de la glossine femelle. Le rythme de la larviposition à partir de
cet instant est en général de 10 jours (Challier, 1965). La durée de la nymphose chez les
glossines varie de 20 à 80 jours et elle dépend de l’espèce, de la saison et de la température.
La durée moyenne de vie des différentes espèces de glossines est variable selon la saison.
tête
Trompe ou proboscis
Patte postérieure
7

Elle est maximale pendant la saison des pluies (environ 4 à 5 mois) puis décroît pendant la
saison sèche froide (3 à 4 mois) et la saison sèche chaude (1 à 2 mois) (Gouteux,1984).
Figure 2 : Cycle de développement des Glossines (Cuisance, 2005)
II. 1. 4 : Ecologie
La dispersion des Glossines est influencée, par les facteurs environnementaux tels que la
température, l’hygrométrie relative ; la lumière, la pluie et le vent (Laveissière & Boreham,
1976; Cuisance et al., 1985, Laveissière et al., 2000). Il existe une différence entre les lieux
de repos nocturnes et diurnes (Laveissière et al., 1979). La nuit, elles se reposent presque
exclusivement sur les feuilles; tandis que le jour, elles se reposent sous les parties ligneuses
de la végétation. En général elles choisissent de préférence les endroits ombragés et frais
(Gouteux & Laveissière, 1982).
I1.1. 5. Nuisances causées par les Glossines
Les Glossines ont un impact sur le plan sanitaire chez l’homme ou l’animal (Bovin). En effet,
les Glossines sont les principaux vecteurs de protozoaires flagellés, les trypanosomes, qui
provoquent chez les différents mammifères (homme et animaux) une pathologie à l’issue
généralement fatale en l’absence de thérapeutique (Sané et al., 1999 ; Cuisance & la Rocque,
8

2005).L’espèce Glossina palpalis gambiensis (Vanderplank, 1949) est le vecteur majeur de la
Trypanosomose Humaine Africaine (THA) couramment appelé la maladie du sommeil, causé
par Trypanosoma brucei rhodesiense en Afrique de l’Est et par Trypanosoma brucei
gambiense en Afrique de l’Ouest et en Afrique centrale (Aksoy et al., 2003).
II. 2. Les Stomoxes
II. 2. 1. Morphologie
Les Stomoxes sont des mouches piqueuses de petites tailles (3 à 10 mm de longueur)
dont les deux sexes sont hématophages (Gilles, 2005; Mavoungou et al., 2008a ; Mavoungou
et al., 2008b). Leur morphologie générale ressemble à celle de la mouche domestique (Musca
domestica) mis à part l’aspect particulier des pièces buccales qui sont de type piqueur (figure
3). Ce sont des insectes, qui changent facilement d’hôtes au cours d’un même repas, ce qui en
fait d’excellents vecteurs mécaniques (Desquesnes et al., 2005), c’est-à-dire que l’insecte
transporte les germes sur ses pattes, ses pièces buccales ou les élimine avec ses déjections ou
ses régurgitations. Il dépose ou inocule les germes à un nouvel hôte sans qu’il y ait évolution
biologique du germe (Zumpt, 1973).
9

II. 2. 2. Classification
Figure 3: Morphologie générale d’un Stomoxe
Les Stomoxes appartiennent à la Classe des insectes. Ils forment le sous ordre des
brachycères dans l’ordre des Diptères (Acapovi, 2001) et appartiennent à la sous famille des
Stomoxyinae dans la famille des Muscidae (Desquesnes et al., 2005)
II. 2. 3. Cycle de développement
Proboscis
Thorax
Abdomen
Dessin des tergites
Le cycle de développement larvaire est court, de l’ordre de 5 semaines. Il se déroule sur le
sol, dans des débris organiques humides (excréments, litière, ensilage ou déchets agricoles)
qui sont à la fois les sites de pontes et de développement larvaire (figure 4). Les œufs sont
déposés dans la matière organique en décomposition. Ils éclosent en larves au bout de 12 à 24
heures (Goodwin, 1982). La durée de la phase larvaire est de 20 jours chez Stomoxys
calcitrans et 40 jours chez Stomoxys niger. Les adultes, mâles et femelles, ont besoin
d’effectuer un repas sanguin avant la reproduction qui a lieu 3 à 5 jours après leur émergence.
Les femelles pondent une centaine d’œufs par petits amas et un nouveau repas de sang est
10

nécessaire pour chaque ponte. La durée de vie des adultes est estimée à 2-4 semaines et la
production totale d’œufs de 60 à 800 (Foil & Hogsette, 1994).
Figure 4 : Cycle de développement des Stomoxes : (a) œuf, (b) larve (au stade L3), (c) la
II. 2. 4. Ecologie
pupe renfermant la nymphe et (d) imago. (Gilles, 2005)
L’activité des Stomoxes est permanente bien qu’elle connaisse des pics saisonniers
marqués, selon les espèces, pendant les périodes humides ou sèches (Desquesnes et al,.2005).
Les adultes peuvent sévir aussi bien dans les pâturages que dans les étables. En général, les
Stomoxes sont sédentaires ; ils attendent le bétail sur un des sites de leur parcours qui
convient bien à l’espèce. Ils ont une grande affinité pour les bovins et les chevaux. En
l’absence de bétail, ils sont capables de franchir plus de 5 km à la recherche de celui-ci
(Zumpt, 1973). Les Stomoxes piquent essentiellement les parties basses de l’animal (Foil &
Gorham, 2000), mais lorsque leur densité dépasse 25 insectes par animal, on en retrouve sur
les autres parties du corps.
11

II.2.5. Nuisances causées par les Stomoxes
Ils exercent non seulement des nuisances directes sur le bétail, mais contribuent également à
la transmission d’agents pathogènes comme T. evansi en Afrique et en Asie, et T. vivax en
Amérique latine (Zumpt, 1973). Parmi les conséquences directes de la présence des Stomoxes
autour du bétail, on cite l’anxiété induite par le harcèlement, une spoliation sanguine
importante, une diminution des défenses immunitaires des animaux facilitant l’expression de
maladies latentes. Les animaux présentent souvent des boiteries avec un gonflement et une
raideur au niveau des articulations (Bishopp, 1913). Enfin, ils sont impliqués dans la
transmission des Parasites (protozoaires et helminthes), de bactéries (Anaplasma marginale,
Foil & Gorham 2000 ; Bacillus Anthracis, Chantal, 1997, Dermatophilus congolensis,
Richard & Pier, 1966, Foil & Gorham, 2000) et de virus (Pestivirus, Foil & Gorham, 2000).
Plusieurs espèces de Stomoxes dont Stomoxys calcitrans, Stomoxys niger et Stomoxys
taeniatus sont capables de transmission mécanique de trypanosomes tels que T. evansi, T.
brucei et T. vivax (Mihok et al., 1995a; D’Amico et al., 1996).
Les résultats des travaux réalisés à Makokou sur l’origine des repas de sang des Stomoxes
révèlent que ces mouches peuvent prélever leurs repas de sang sur divers hôtes (Mavoungou
et al., 2008).
II. 3. Les Tabanidae
II. 3. 1. Morphologie
Les Tabanidés sont les plus grands Diptères, leurs tailles varient entre 7 et 25 mm de long
(figure 5). Leur corps est massif, portant des ailes puissantes qui leur confèrent de bonnes
capacités au vol (Buge, 2008). Les femelles sont hématophages et les mâles floricoles (se
nourrissent du nectar).
12

Tête
b
d
Abdomen
a
Thorax
Figure 5. Morphologie générale des Tabanides : (a) antennes ; (b) scutellum ; (c) Ailes ; (d)
dessin des tergites
Source : www.denstoredanske.dk/.../15188/=24156937.jpg
II. 3. 2. Classification
Les Diptères Tabanides appartiennent au sous ordre des Brachycères. La famille des
Tabanides comporte 3000 à 3500 espèces (Desquesnes et al., 2005 ; Buge, 2008) qui se
répartissent en quatre sous familles : les Pangoniinae, les Scepsidinae, les Tabaninae et les
Chrysopiinae. Seules les sous familles des Chrysopiinae et des Tabaninae ont une importance
médicale et vétérinaire (Buge, 2008).Par ailleurs, les espèces les plus couramment
rencontrées appartiennent aux genres Chrysops et Tabanus, Haematopota et Atylotus
(Taufflieb & Finelle, 1956 ; Strother, 1999 ;).
II. 3. 3.Cycle de développement
Chez les Tabanides, les femelles ont besoin d’un repas de sang pour compléter le
développement des œufs (Strother, 1999) et l’accouplement a lieu trois à cinq jours après
l’éclosion (Buge, 2008). Le cycle de développement des Tabanidés comprend quatre stades
c
13

principaux (figure 6) : œuf, larve, nymphe et adulte (Taufflieb, 1981, Strother, 1999; Buge,
2008). Les œufs (100 à 1000) sont pondus sur le sol boueux ou une surface verticale (tige,
roche…) surplombant le gîte larvaire très humide. Les œufs éclosent en quelques jours, une
semaine au plus, selon les conditions météorologiques ambiantes (température, humidité). La
larve issue de l’œuf tombe sur le substrat humide et s’enfonce pour commencer une très
longue vie, caractérisée par une croissance lente.
(3)
(2)
Figure 6 Cycle de développement des Tabanides. Quatre stades de développement: (1) l’œuf,
(2) la larve, (3) la pupe renfermant la nymphe et (4) l’imago (7 à 25 mm).
II. 3. 4. Ecologie
Source: http:// schuurtje.sebas10.com/horzel/horsefly.htm
Les Tabanidés sont des insectes hématophage que l on retrouve dans les milieux naturels
(forêts, prairies, savanes, marécages) et les élevages. Leurs exigences écologiques varient
suivant les genres, les espèces (Taufflieb, 1981) et les conditions du milieu. Les femelles ont
(4)
(1)
14

une activité surtout diurne et parfois crépusculaire. Le cycle d'agressivité est uni modal en
région froide, et bimodal en région chaude (Raymond, 1990).
II .3.5. Nuisances causées par les Tabanidés
Les Tabanidés, ont un impact sur le plan médical, vétérinaire et économique. En effet, ces
insectes représentent un fléau pour l’élevage par leur nuisance directe (les nuisances visuelles
et sonores, par les piqures, spoliation sanguine), mais également par leurs rôles de vecteurs
potentiels dans la transmission de pathogènes (Zumpt, 1973 ; Foil et Gorham, 2000), tels que
les parasites (T.vivax, T.evensis, Desquesnes, 2005), les bactéries, (Anaplasma marginale,
Chantal, 1999, Brucella suis, Auroi, 1983) et les virus (l’anémie infectieuse équine Foil,
1988). Ils sont aussi responsables d’une helminthose due à la loa loa qui est une filariose du
tissu conjonctif chez l’homme (Toure et al., 1997)
III. Matériel et Méthodes
Zone d études
Les prospections ont été réalisées dans la clairière marécageuse (Baï) localisé au Sud- Est du
parc national de l’Ivindo (Nord- Est) du Gabon (figure 7).
Figure 7: Localisation du Bai de Momba. (Source : Okouyi-Okouyi, 2011)
15

Le climat de la région est de type équatorial, humide caractérisé par la double alternance des
saisons sèches et pluvieuses. On distingue :
- La petite saison sèche qui s’étend de mi-décembre à mi-mars.
- La petite saison des pluies qui s’étale de mi-mars à mi-juin.
- La grande saison sèche entre mi-juin et mi-septembre.
- La grande saison des pluies à partir de mi-septembre.
La température moyenne est proche de 24°C avec un minimum de 21,7°C en juillet et un
maximum de 25°C en avril. Les amplitudes thermiques annuelles et journalières sont faibles
(environ 3,3°C) (Vande Weghe, 2006). La végétation autour du Baï est constituée de forêt
primaire dense, constituée par de grands arbres pouvant atteindre 35m. La faune est
constituée par de grands mammifères (éléphants, buffle, potamochères, gorilles etc.)
Capture des mouches
La capture des mouches a été effectuée à l’aide de pièges Vavoua (Laveissière & Grebaut
1990). Ce piège initialement mis au point pour la capture des glossines, a aussi montré son
efficacité pour les Stomoxes à l’île de la réunion (Gilles et al. 2007).
Le piège Vavoua mesure 80 cm de diamètre et 118 cm de hauteur (figure 8). Il peut être fixé
au sol par un piquet ou par tout autre support Il est constitué par un cône de tulle
moustiquaire qui coiffe trois écrans se coupant à 120° dont chaque partie centrale est noire et
la partie externe bleue phtalogène. Le principe de ce piège est l’attractivité visuelle. Celle ci
dépend principalement de la longueur d’onde du rayonnement réfléchi et repose sur le jeu de
deux couleurs : le bleu phtalogène qui attire l’insecte et la couleur noire qui favorise la pose
de ce dernier.
Toutes les captures ont été réalisées durant la période allant du 23 juin au 12 juillet 2011
c’est-à-dire pendant la grande saison sèche. Chaque piège était activé le matin avant 7h et
relevé le soir après 17 h pendant 20 jours consécutifs. Les cages ont été étiquetées, et les
insectes ont été stockés dans des flacons contenant de l’éthanol à 95ᵒ. A la fin de la mission,
les échantillons de captures ont été ramenés au laboratoire.
16

Figure 8: (a) Piège Vavoua en activité, (b) schéma d’un piège Vavoua (vue de face et
vue de dessus) ; [c = cône de tulle moustiquaire, e = écran en tissu noir et bleu
phtalogène, r = récipient de capture]. (Photos : Mavoungou)
Identification des mouches hématophages
Les identifications des mouches ont été effectuées au laboratoire jusqu’au niveau des genres.
La discrimination morphologique entre les différents taxons des mouches (Glossines,
Stomoxes, Tabanides) a été faite à l’aide des clés de déterminations : (Pollock, 1992 ;
Acapovi, 2001 ; Zumpt, 1973) et d’une loupe binoculaire. Apres le tri, l’identification et le
dénombrement, les différents spécimens de diptères ont été conservés dans des bocaux
contenant de l’éthanol à 95°.Ces échantillons servirons pour les études moléculaires
ultérieures.
Analyse des données
L’abondance des mouches a été traduite par la Densité Apparente (DAP), exprimé en nombre
de mouches capturés par piège et par jour.
IV. Résultats
Composition des populations d’insectes capturés
Au total 4444 insectes ont été capturés dont 4054 insectes dans le Baï et 390 spécimens en
forêt primaire (figure 10). En effet, 0,8% de captures ont été réalisées en zone de forêt et 92%
17

ont été faits dans le Baï. . Vraisemblablement le maximum de capture a été enregistré en
milieu de Baï et le minimum en milieu de forêt primaire.
92%
Figure 10 : Pourcentage des captures dans les deux milieux (Baï et Forêt)
Dans le Baï ; 8 familles d’insectes ont été capturées et 7 familles dans la forêt. La répartition
spatiale et l’abondance relative (DAP) de chaque famille sont condensées dans la figure 11.
8%
Foret
Baï
18

Log(abondance + 1)
0 1 2 3 4 5
Glossinidae
Muscidae
Tobanidae
Figure 11 : Répartition et abondance (DAP) des différentes familles d’insectes
L’axe des Y correspond aux valeurs logarithmiques des abondances Log (X +1) où X
représente le nombre d’individu capturé et l’axe des X indique les noms des Familles
d’insectes.
En effet, la famille des Glossinidae est présente dans les deux milieux prospectés avec
quasiment les mêmes abondances. Les Glossines, les Muscidés et les Tabanidés sont plus
représentés dans le Baï, tandis que la famille des Chironomidae est fortement représentée en
zone de forêt. Le profil de répartition des Tabanidae est similaire à celui des Glossinidae
même si les abondances des Tabanidae sont relativement faibles.
Dans les échantillons prélevés dans le Baï, on note l’absence de la famille des Drosophilidae.
Les familles des Formicidae et des Mantidae n’ont été capturées que dans le Baï. La famille
des Apidae sont fortement présentes en forêt et relativement peu présentes dans le Baï. La
famille des Nymphalidae est présente dans les deux milieux avec des abondances variables
allant du simple (forêt) au double (Baï).
Drosophilidae
Abondance relative des genres de diptères hématophages en fonction des biotopes
Nymphalidae
Au total 4143 insectes hématophages ont été capturés dont 334 en milieu de forêt primaire et
3809 en milieu de Baï. Ces insectes sont représentés aussi bien en milieu de forêt qu’en
Apidae
Formicidae
mantidae
Baï
Forêt
Chironidae
19

milieu de Baï par trois genres (figure 12) : Le genre Glossina, le genre Stomoxys et le genre
Chrysops.
Figure 12 : répartition des genres des mouches hématophages en fonction du biotope
L’axe des Y correspond aux valeurs logarithmiques des abondances Log (X +1) où X
représente le nombre d’individus et l’axe des X représente les genres d’insectes.
En forêt primaire trois genres de mouches hématophages ont été capturés (figure 12) : le
genre Glossina, le genre Stomoxys et le genre Chrysops. Le genre Glossina est le plus
représenté avec un pourcentage de 97,6%. Les deux autres genres sont très faiblement
représentés. Ce résultat montre que le genre Glossina est abondant en forêt par rapport aux
deux autres genres.
En milieu de Baï on observe également trois genres de diptères hématophages (figure 12): Le
genre Glossina, le Genre Stomoxys et le genre Chrysops. Le Genre Stomoxys est le mieux
représenté avec une abondance de 88,17%. Le genre Chrysops est très faiblement représenté
avec une abondance de 0,07%. Ces résultats montrent que le Genre Stomoxys domine les
deux autres genres en milieu de Baï.
20

V. Discussion
Les résultats obtenus dans cette étude constituent les données préliminaires concernant les
insectes et en particulier les diptères hématophages dans le Baï de Momba Okouyi.
L’objectif de ce travail a été d’acquérir des informations relatives aux mouches
hématophages dans les deux milieux prospectés. Les prospections entomologiques réalisées
ont permis d’identifier 8 familles d’insectes présentes dans le Baï et 7 familles dans la forêt.
Les captures ont été effectuées durant la journée, à l’aide des pièges Vavoua uniquement, de
ce fait ces résultats d’inventaires ne peuvent être exhaustifs. Cela n’exclut donc pas la
présence éventuelle d’autres familles de diptères hématophages diurnes, et même des familles
de diptères nocturnes ou crépusculaire qui n’ont pas été capturé faute d’avoir utilisé une
diversité de pièges ( Broce, 1988 ; Broce et al., 1991 ; Vale, 1974 ; Mihok, 2002). D’autres
captures transversales, longitudinales avec plusieurs types de pièges et d’attractifs dans un
plus grand nombre de sites, en hauteur le jour et /ou la nuit, seront nécessaires pour avoir une
liste relativement complète des familles voire d’espèces de diptères hématophages qu’on
trouve dans le Baï de la Momba.
Les faibles captures enregistrées pourraient s’expliquer par le fait que seuls 10 pièges
Vavoua ont été utilisés et ce, pendant une période relativement courte allant du 23 juin au 12
juillet 2011, soit 20 jours de capture en saison sèche. En effet, des travaux menés par Mihok,
2002, Acapovi et al, 2001, ont montré l’efficacité du piège Nzi pour la capture des Tabanidés
et du piège Vavoua pour la capture des stomoxes. Par ailleurs des études précédentes ont
montré que l’association de plusieurs types de pièges avec l'octénol (phéromone) augmentait
significativement les captures de certaines familles de diptères dont celles des Tabanidés
(Djiteye, 1992 ; Amsler & Filledier, 1994).
La faible richesse en famille d’insectes observée dans le Baï Momba pourrait s'expliquer
aussi par la période pendant laquelle se sont déroulées les captures. En effet, la période allant
de juin à juillet caractérise la grande saison sèche marquée par une absence de pluies
(nécessaire pour l’émergence des adultes). Au cours de cette période c’est-à-dire pendant la
saison sèche, la taille des populations d’insectes est faible en l’occurrence celle des diptères
hématophages. Ces résultats sont similaires à ceux obtenus par Greene, (1989), Mullens &
Peterson, (2005), Mavoungou (2007), qui montraient l’importance des précipitations sur
l’augmentation de la taille des populations des diptères hématophages.
21

Malgré les mêmes efforts de capture déployés dans les deux milieux (forêt et Baï), soit 10
pièges par milieu et pendant 20 jours, les captures des mouches hématophages ont été plus
importantes au Baï qu’en forêt. En effet, sur le nombre total des mouches hématophages
capturées (4143), les captures effectuées au Baï représentent 92% et 8% forment le
pourcentage de capture effectuée en forêt. De ce fait, en zone de forêt les abondances des
mouches hématophages demeurent faibles tandis que ces abondances sont beaucoup plus
importantes dans le Baï. Ces variations liées au changement du milieu sont probablement en
rapport avec la quantité de ressources favorables au développement des insectes (sites de
ponte, quantité de nourriture larvaire, lumière…). Ce type de résultats a été observé chez le
moustique du genre Aèdes. En effet, la distribution et l’abondance des deux espèces Aedes
aegypsi et Aedes albopictus varient en fonction d’ouverture du milieu (Rey et al., 2006).
L’espèce Aedes aegypsi est abondante en zone ouverte (Urbanisé) et Aedes albopictus en
zone rurale (Thavara et al., 2001).
Les résultats obtenus dans cette étude corroborent avec ceux obtenus par Mihok (2002),
Acapovi et al, (2001), Mavoungou (2007) et Makanga (2009) qui ont montré l’efficacité du
piège Nzi pour la capture des Tabanidés et du piège Vavoua pour la capture des stomoxes.
L’abondance des différentes familles varie en fonction des biotopes échantillonnés et toutes
les familles ne sont pas présentes dans les deux milieux échantillonnés. Le maximum de
captures est réalisé en milieu de clairière (Baï) et le minimum en milieu de forêt. Cette
répartition peut être liée à la différenciation des paysages, la structure des milieux pouvant
engendrer des microclimats particuliers plus ou moins favorables au développement des
insectes et en particulier des diptères hématophages. En effet, la forêt primaire est
caractérisée par de très grands arbres (jusqu’à 50 m de haut et plus de 2 m de diamètre) dont
les cimes forment une canopée qui obscurcit le sous bois et atténue considérablement la
température; d’autre part, la visibilité des pièges, et donc leur efficacité, y est réduite. Par
contre, la clairière est caractérisée par une végétation très basse, les températures y sont alors
relativement élevées étant donné que les quantités de lumière et le temps d’éclairement y sont
importants. Les différences d’abondances peuvent également être liées aux interactions entre
les effets de l’ensoleillement et la nature du piège (Doutoum et al., 2002). Ces auteurs avaient
montré que la luminosité augmente significativement les captures des Diptères en
l’occurrence les Tabanidés et les Stomoxes. Ceci expliquerait les faibles captures de diptères
22

hématophages obtenues dans les milieux à faible luminosité (forêt primaire) et celles assez
importantes obtenues dans les milieux relativement éclairés (clairière).
Comme Glossina frezili (Glossina), les pullulations des autres diptères hématophages
(Stomoxes, Tabanides) au Baï pourraient aussi être liées à la forte présence de la faune
sauvage (Sitatunga, Buffle, Eléphants, etc.) (obs. pers.), au type de formation végétale et à
son hydrologie. En effet, le Baï de Momba-Okouyi est une clairière marécageuse riche en sels
minéraux et fournis d’importantes quantités de végétations herbacées attirant ainsi de
nombreux animaux qui sont des hôtes potentiels des mouches hématophages. Aussi le
passage de la rivière Momba dans le Baï contribue à l’émergence de nombreuses mouches.
La diversité des espèces de Stomoxes a été déterminée par l’utilisation exclusive du piège
Vavoua. Bien que l’efficacité du piège Vavoua pour la capture des Stomoxes soit avérée
(Djiteye, 1992, Djiteye 1994, Mihok et al., 1995b, Gilles 2005, Gilles et al., 2007) et que ce
type de piège soit vivement conseillé pour effectuer les suivis longitudinaux des populations,
l’adjonction d’octénol seul (Jaenson, 1991, Mihok et al., 1995b) ou en association avec des
phénols (Mihok et al., 1995b) aurait peut-être permis d’augmenter les captures .
VI. Conclusion
Ce travail est une première approche d’une situation entomologique mal connue dans et au
tour du Baï de Momba. Il a permis d’identifier les familles de diptères hématophages qui
cohabitent dans les deux milieux prospectés (Forêt et Baï).
Les résultats de captures réalisées à l’aide des pièges Vavoua montrent que le peuplement de
diptères hématophages du Baï de Momba est constitué des genres Glossina, Chrysops et
Stomoxys. La répartition de ces insectes hématophages varie en fonction du milieu.
L’abondance des mouches hématophages varie avec l’ouverture, la composition floristique et
faunistique du milieu.
En forêt, les tailles des populations de différents genres sont faibles par rapport à celle qu’on
retrouve au Baï. Le Baï est le milieu où abondent les diptères hématophages, cela est
probablement du à la dynamique faunistique et floristique de ce milieu. Le Baï constitue un
milieu de vie essentiel pour la faune sauvage. En effet, la macrofaune est abondante dans le
Baï en raison de la forte disponibilité en ressources végétales, minérale et en eau, ce qui
expliquerait le fait que ces mouches soient plus présentes dans ce milieu.
23

Parmi les insectes capturés, 3 familles appartiennent à l’ordre des diptères hématophages. Ces
3 familles se rencontrent dans les deux milieux étudiés, mais sont plus abondantes en termes
d’individus en milieu de clairière qu’en milieu de forêt. Cette étude suggère que les risques
de transmission des pathogènes seraient plus probables au Baï (clairière) compte tenu de
l’abondance des diptères hématophages dans ce milieu. Les fortes abondances des Chrysops
indiqueraient aussi des menaces probables de transmission de la loase et d’autres pathogènes.
Les connaissances n’étant pas figées, mais perpétuellement complétées et remises en cause,
ce travail ouvre les pistes pour la recherche sur les insectes hématophages dans le Baï de
Momba. Les travaux de recherches sur les mouches hématophages vont se poursuivre et
porteront sur l’étude de l’activité journalière, de la dynamique spatio-temporelle,
identification des repas de sang, les préférences écologiques et la diversité des espèces de
Tabanidae, des Glossinidae et Stomoxyinae. L’intégration des connaissances qui en
découleront permettra à la fois l’élaboration des stratégies de contrôle, de lutte contre ces
insectes nuisibles, et la mise en place d’un guide de prévention des risques de transmission de
maladies (zoonoses) et de protection à long termes de la valeur multiple du Baï de la Momba
Okouyi.
24

Références Bibliographiques
Acapovi G. L., Yao Y., N’goran E., Dia M. L., & Desquesnes M., (2001). Abondance
relative des tabanidés dans la région des savanes de Côte d’Ivoire. Revue d'Élevage
et de Médecine Vétérinaire des Pays Tropicaux. 54 (2): 109-114.
Aksoy S., Gibson W.C. & Lehane M.J., (2003). Interactions between tsetse and
trypanosomes with implications for the control of trypanosomiasis. [Interactions entre
les glossines et les trypanosomes et implications pour la lutte contre la
trypanosomose.] Advances in Parasitology. 53: 1-83.
Amsler S., & Filledier J., (1994). Attractivité pour les Tabanidae de l’association
méta-crésol/octénol. Résultats obtenus au Burkina Faso. Revue d'Élevage et de
Médecine Vétérinaire des Pays Tropicaux. 47 : 93-96.
Basset Y., Mavoungou J.F., Mikissa J. B., Missa, O., Miller, S.E., Kitching, R.L. &
Alonso, A. (2004). Discriminatory power of different arthropod data sets for the
biological monitoring of anthropogenic disturbance in tropical forests. Biodiversity
and Conservation. 13: 709-732.
Bishopp F.C., (1913). The stable fly (Stomoxys calcitrans L.), an important livestock
pest. Journal of Economic Entomology. 6: 112-126.
Bouyer J., (2006). Evaluation de la situation entomologique et épidémiologique en
vue de l'élaboration d'un plan de lutte contre les trypanosomoses animales et leur
vecteur dans la zone d'intervention du PAEOB. CIRDES/CIRAD: Bobo Dioulasso,
Burkina Faso. 30 p.
Bouyer J., (2007). Les tsé-tsé, mouches intelligentes?-1ère partie. Le comportement
alimentaire des glossines. Insectes. 145: 31-32.
Bouyer J., (2009). Les mouches tsétsé, mouches intelligentes? 2E partie : La
dispersion des glossines. Insectes. 153 : 21-24.
Buge S., (2008). Les Diptères parasites du cheval: Étude de l’efficacité de la
deltaméthrine vis à vis de l’infestation par les mouches chez les chevaux. Thèse de
doctorat vétérinaire. Université Claude Bernard, Lyon I. 162 p.
Broce A.B., (1988). An improved alsynite trap for stable flies, Stomoxys calcitrans
(Diptera : Muscidae). Journal of Medical Entomology . 25: 406-409.
Broce A.B., Schwenke J. R., & Hampton K.E., (1991). Landing pattern of stables
flies (Diptera: Muscidae) on the Alsynite cylinder traps: effect of wind speed and
direction. Journal of Medical Entomology. 28: 730-733.
25

Buxton P. A., & Lewis D. J., (1934). Climat and tsetse flies; laboratory studies up on
G. morsitans and G. tachinoïdes. Philosophical transaction., 224: 175 - 240.
Challier A., (1965). Amélioration de la méthode de détermination de l’âge
physiologique des glossines. Etudes faites sur Glossina palpalis gambiensis
(Vanderplank, 1949). Bulletin de la société de pathologie exotique 58: 250-259.
Cuisance D., & de La Rocque S., (2005). La Tsé-tsé, une mouche singulière et
dangereuse Insectes. 136: 27-31.
Cuisance D., Fevrier J., Filledier J., & Dejardin J., (1985). Dispersion linéaire de
Glossina palpalis gambiensis et G. tachinoides dans une galerie forestière en zone
soudano-guinéenne (Burkina Faso). Revue d'Elevage et de Médecine vétérinaire des
Pays tropicaux. 38 (2): 153-172.
D’Amico F., Gouteux J.P., Le Gall F., & Cuisance D., (1996). Are stable fly
(Diptera: Stomoxyinae) vectors of Trypanosoma vivax in the Central African
Republic. Veterinary Research. 27: 161-170.
Doutoum A. Elsen P., & Amsler-Delafosse S., (2002). Vecteurs potentiels de
Trypanosoma evansi chez le dromadaire au Tchad oriental. Revue d'élevage et de
médecine vétérinaire des pays tropicaux 55 (1) : 21-30.
Desquesnes M., Dia M. L., Acapovi G.L., & Yoni W. (2005). Les vecteurs
mécaniques des trypanosomoses animales. Edition Cirdes. 67 p.
Djiteye A., (1992). Aperçu sur l’efficacité comparative de différents pièges et odeurs
contre les mouches piqueuses (Diptera : Tabanidae et Muscidae) d’importance
vétérinaire. In : Premier séminaire International sur les Trypanosomoses animales
non transmises par les glossines, Annecy (France), 14-16 octobre 1992
Foil L.D., & Gorham J.R., (2000). Mechanical transmission of disease agents by
arthropods. In : Eldridge B.F., & Edman J.D., Medical Entomology. Dordrecht, The
Netherlands, Kluwer Academic Publishers: 461-514.
Foil L.D., & Hogsette J. A., (1994). Biology and control of Tabanides, stable flies and
horn flies. Revue Scientifique et Technique de l’Office International des Epizooties. 13
(4): 1125-1158.
Greene G.L., (1989). Seasonal population trends of adult stable flies. Miscellaneous
Publications of Entomological Society of America 74: 12-17.
Gilles J., (2005). Dynamique et génétique des populations d’insectes vecteurs. Les
stomoxes, Stomoxys calcitrans et Stomoxys niger niger dans les élevages bovins
réunionnais. Thèse Doctorat d’Université, Université de La Réunion, St-Denis : 140 p.
26

Gilles J., David J.-F., Duvallet G., de La Rocque S. & Tillard E., (2007). Efficiency of
traps for Stomoxys calcitrans et S. niger (Diptera: Muscidae). Comparaison de
populations de l’île de La Réunion. Parasite 11 : 329-332.
Gouteux J.P., & Laveissière C., (1982). Ecologie des glossines en secteur préforestier
de Côte-d’Ivoire. Dynamique de l’écodistribution en terroir villageois. Cah. Orstom.
Sér. Entomologie Médical et Parasitologie. 20 : 199-229.
Goodwin J.T., (1982). The Tabanidae (Diptera) of Mali. Miscellaneous
Publication.of the Entomological Society of America., 13 (1): 1-142 .
Laveissière, C., & Grébaut, P., (1990). The trapping tsetse flies (Diptera:
Glossinidae). Improvement of a model: the Vavoua trap. Tropical Medicine and
Parasitology, 41:185-192.
Laveissière C., & Boreham P.F.L., (1976). Ecologie de Glossina tachinoïdes
Westwood, 1850, en savane humide d'Afrique de l'Ouest. I. Préférences trophiques
Cahiers O.R.S.T.O.M., série Entomologie médicale et Parasitologie. 14: 187-200.
Laveissière C., Grebaut P., Herder S., & Penchenier L., (2000). Les glossines
vectrices de la Trypanosomiase humaine africaine. IRD and OCEAC, Yaoundé,
Cameroun. 246 p.
Laveissière C., Couret D., et Challier A., (1979). Description and design details of a
biconical trap used in the control of tsetse flies along the banks of rivers and streams.
Geneva, Switzerland, 17 p.
Leclercq M., (1971). Les mouches nuisibles aux animaux domestiques. Les Presses
Agronomiques de Gembloux.199 pp
Magliocca F., & Gauttier-Hion A., (2001). Les clairières en foret tropicales : des aires
à protéger en toute priorité, canope n°20,10p.
Makanga B., (2009). Contribution a l’écologie des Tabanidae (Diptera) dans la
réserve de biosphère Ipassa-Makokou (Gabon). Mémoire de Master II. Université
Cheikh Anta Diop. 36 p.
Mavoungou J.F., Jay-Robert P., Gilles J., Atsame Edda A., & Duavallet G., (2008a).
Ecologie des Stomoxes (Diptera: Muscidae) au Gabon. I-Premier Inventaire dans
différentes zones écologiques. Parasite 15 : 27-34.
Mavoungou J.F., Simo G., De Stordeur E., & Duvallet G., (2008b). Ecologie des
stomoxes (Diptera : Muscidae) au Gabon. II. Origine de repas de sang et conséquences
épidémiologiques. Parasite 15 : 611-615.
Mavoungou J.F., (2007). Écologie et rôle vecteur des stomoxes (Diptera : Muscidae)
au Gabon. Thèse de Doctorat, Université Paul-Valéry Montpellier. 136 p.
.
27

Marc F., Saihi M., Teyssandier M., (2007). Atelier Santé Environnement ENSP-IGS.
17-59.
Mihok S., (2002). The development of a multipurpose trap (the Nzi) for tsetse and
other biting flies. Bulletin of Entomological Research 92 (3): 85- 403.
Mullens B.A., & Peterson N.G., (2005). Relationship between rainfall and stable fly
(Diptera: Muscidae) abundance on California dairies. Journal of Medical Entomology
42 (4): 705-708.
Nash T.A.M., (1955). The fertilization of Glossina palpalis in captivity. Bulletin of
Entomological Research 46: 357-368.
Pollock J.N., (1992). Manuel de lutte contre la mouche Tsé-tsé. Volume 1: Biologie,
systématique et répartition des tsé-tsé. Organisation des Nations Unies pour
l’Alimentation et l’Agriculture, Rome. 310 pp
Roberts M. J., & Pell P., (1972). Microorganisms in the midgut of tsetse fly larvae.
Microbios 17: 213 - 220.
Raymond H. L., (1990). Tabanus importunus, vecteur mécanique expérimental de
Trypanosoma vivax en Guyane française. Annales Parasitology. Hum. Comp., 65
(1) :44- 46.
Rey J.R., Nishimura N., Wagner B., Barks M. A .H., O’Connell S. M. & Lounibos P.,
2006. Habitat Segregation of Mosquito Arbovirus Vectors in South Florida. Journal of
Medical Entomology 43 (6): 1134-1141.
Sane B., Garci A., Fournet F., & Laveissiere C., (1999). Répartition des groupes d’âge
de Glossina palpalis palpalis femelle dans les plantations et les talwegs en zone
forestière de Côte d’ivoire : Relation avec la prévalence de la maladie du sommeil.
Simone G., (2003). Un symbionte de la glossine: Wigglesworthia glossinidia. M/S n°
3, vol. 19 , mars 2003.
Strother S., (1999).Tabanids (horseflies). Dermatology online journal 5 (2): 6.
Taufflieb R., (1981). Tabanidae. In : Flore et faune aquatiques de l'Afrique Sahélosoudanienne.
Paris: ORSTOM, (45) : 617-624. (Initiations-Documentations
Techniques; 45).
Taufflieb R., & Fineinelle, P., (1956). Études écologique et biologique des Tabanides
d’Afrique équatoriale française. Bulletin de l’ Institut d’ Etude. centrafricaine., n.s.,
12 ; 209-251.
28

Thavara U., Tawatsin A., Chansang C., Kong-Ngamsuk W., Paosriwong S., Boon-
Long J., Rongsriyam Y. & Komalamisra N. (2001). Larval occurrence, oviposition
behaviour and biting activity of potential mosquito vectors of dengue on Sarnui
Island, Thailand. Journal vector Ecology 26:172-180.
Touré S.F., Bain O., Nerrienet E., Millet P., Wahl G., Toure Y., Doumbo O., Nicolas
L., Georges J.A., McReynolds A. L. & Egwang G. T. (1997). Detection of Loa loa
Specific DNA in Blood from Occult –Infected Individuals. Experimental Parasitology
86: 163-170.
Van der Planck F. L., (1949). The classification of Glossina palpalis, including the
description of new subspecies and hybrids. Proceedings of the Royal Society of
London 18: 69-77.
Vale G.A., (1974). The response of Tse-Tse flies (Diptera, Glossinidae) to mobile and
stationary baits. Bulletin Entomological Research 64: 545-588.
Williams D.F., (1973). Sticky traps for sampling populations of Stomoxys calcitrans.
Journal of Economic Entomology 66: 1279-1280.
Zinga K. C. R., (2009). Influence des facteurs écologiques sur la distribution de la
faune culicidienne à Libreville (Gabon). Mémoire de Master II. Université Cheikh
Anta Diop.30 p.
Zumpt F., (1973). The Stomoxyinae biting flies of the world. Taxonomy, biology,
economic Importance and control measures. Gustav Fischer Verlag, Stuttgart, 175 p.
29

RESUME
Les diptères hématophages, en particulier les Glossines, les Stomoxes et les Tabanides sont
des vecteurs potentiels d’agents pathogènes. Comme dans la majeure partie du Gabon, les
mouches hématophages du Baï de Momba Okouyi (nord est du Gabon) demeurent encore mal
connues. Pour ces raisons des prospections entomologiques, basées sur l’utilisation du piège
Vavoua, ont été effectués autour et dans le Baï de Momba. Au total, 4444 insectes ont été
capturés dont 334 diptères hématophages en milieu de forêt primaire et 3809 en milieu de Baï.
Ces insectes hématophages sont représentés par 3 genres (Glossina, Stomoxys, Chrysops)
aussi bien en milieu de foret qu’au Baï. En foret, le genre Glossina est représenté avec un
pourcentage de 97,6%, et les 2 autres genres (Stomoxys et Chrysops) sont représentés avec
des pourcentages faibles. Au Baï le genre Stomoxys est plus abondant et représente plus de
88% de l’ensemble des captures. La variabilité des captures (ou d’abondance) dans les deux
milieux pourraient s’ expliquer par l’utilisation d’un seul type de piège, le nombre de pièges
utilisés, la période pendant laquelle s’est déroulée la campagne de captures (saison sèche), la
durée de la session des captures (20 jours), la nature du paysage (bai ou foret), le faciès
botanique, l’abondance et la composition spécifique de la faune sauvage, la quantité de
lumière qui parvient au sol et la couverture végétale du sol.
Mots clefs : identification, mouche hématophage, piège Vavoua, Baï, foret, Makokou.
Abstract
Hematophagous dipterous, particularly Glossines, Stomoxes and Tabanides are potential
vectors of pathogenic agents. As in major part of Gabon, the hematophagous flies of Momba
Okouyi Baï (northern is of Gabon) still remain known. For this reason entomological
prospections, based on the use of the Vavoua traps, were carried out in and around Momba
Baï. A total of 4444 insects were captured; with 334 dipterous hematophagous in primary
forest area and 3809 in of Baï area. These hematophagous insects are represented by 3 kinds
(Glossina, Stomoxys, and Chrysops) in the two studied area (forest in Baï). In forest area,
high percentage was found for the Glossina with 97, 6%, compared with the others 2 kinds
30

(Stomoxys and Chrysops) having low percentages. In the Baï the Stomoxys is more abundant
than others and represents more than 88% of the captures. captures variability (or abundance)
in the two studied area could be explained by the use of only one type of trap, the number of
traps used, period that capture campaign took place (dry season), duration of captures
session (20 days), nature of landscape (Baï or Forest), botanical features, abundance and
specific composition of wildlife, quantity of light arriving on the ground and ground
vegetation cover.
Key words: identification, hematophagous fly, Vavoua trap, Baï, forest,Makokou.
31