2009-Delvil Marina-L'oursin comestible - Le Pôle halieutique ...
2009-Delvil Marina-L'oursin comestible - Le Pôle halieutique ...
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Mémoire de fin d’études<br />
Pour l’obtention du Diplôme d’Agronomie Approfondie (DAA)<br />
Spécialisation Halieutique<br />
L’oursin <strong>comestible</strong> Paracentrotus lividus :<br />
optimisation des conditions de production de<br />
larves et de juvéniles benthiques en écloserie<br />
en vue d’opérations de réintroduction<br />
après état des lieux de la ressource<br />
sur plusieurs sites tests varois<br />
Présenté par : DELVIL <strong>Marina</strong><br />
Photo : DELVIL <strong>Marina</strong><br />
Soutenu le : 9 septembre <strong>2009</strong>
Mémoire de fin d’études<br />
Pour l’obtention du Diplôme d’Agronomie Approfondie (DAA)<br />
Spécialisation Halieutique<br />
L’oursin <strong>comestible</strong> Paracentrotus lividus :<br />
optimisation des conditions de production de<br />
larves et de juvéniles benthiques en écloserie<br />
en vue d’opérations de réintroduction<br />
après état des lieux de la ressource<br />
sur plusieurs sites tests varois<br />
Présenté par : DELVIL <strong>Marina</strong><br />
Soutenu le : 9 septembre <strong>2009</strong><br />
Devant le Jury :<br />
M. <strong>Le</strong> Bris Hervé, Agrocampus Ouest<br />
M. Martin Yvan, Institut Océanographique Paul Ricard<br />
M. Sabatié Richard, Agrocampus Ouest
Diffusion du mémoire<br />
Aucune confidentialité ne sera prise en compte si la durée n’en est pas précisée.<br />
Préciser les limites de la confidentialité (1)<br />
:<br />
Mémoire de fin d’études<br />
Consultable sur place : x oui ❏ non<br />
Reproduction autorisée : ❏ oui x non<br />
Prêt autorisé : x oui ❏ non<br />
Confidentialité absolue : ❏ oui x non<br />
(ni consultation, ni prêt)<br />
Diffusion de la version numérique : ❏ oui x non<br />
Durée de la confidentialité (2) :<br />
Je soussigné , propriétaire des droits de<br />
reproduction de la dite version, autorise toutes les sources bibliographiques à le<br />
signaler et le publier.<br />
Fiche de résumé du mémoire de fin d’études :<br />
Résumé diffusable : x oui ❏ non<br />
Si oui, l’auteur complète l’autorisation suivante :<br />
Je soussigné , propriétaire des droits de<br />
reproduction dudit résumé, autorise toutes les sources bibliographiques à le<br />
signaler et le publier.<br />
Date : Signature :<br />
___________________________________________________________________________<br />
Rennes, le<br />
<strong>Le</strong> Maître de stage (3) , L’auteur,<br />
L’Enseignant responsable (3) ,<br />
(1) L’administration, les enseignants et les différents services de documentation du <strong>Pôle</strong> Agronomique<br />
de Rennes s’engagent à respecter cette confidentialité.<br />
(2) La durée maximale de confidentialité est fixée à 10 ans.<br />
(3) Signature et cachet de l’organisme.
REMERCIEMENTS<br />
Je tiens tout d’abord à remercier personnellement Monsieur Yvan Martin, mon maître<br />
de stage. Il a su m’offrir l’immense chance de réaliser ce stage très enrichissant au sein de<br />
l’Institut Océanographique Paul Ricard, dans un cadre de travail et une équipe des plus<br />
agréables. Je le remercie pour son accueil chaleureux au sein de l’Institut, sa sympathie et<br />
pour les conseils qu’il m’a donné lors de la réalisation de ce projet. Son encadrement m’a<br />
beaucoup appris, aussi bien sur le plan scientifique qu’humain. Je le remercie pour sa<br />
confiance, et la grande liberté qu’il m’a laissée dans mon travail. Il m’a apporté<br />
encouragement et soutien tout au long du déroulement de mon projet.<br />
Je tiens aussi à remercier également Monsieur Jean-Luc Bonnefond pour avoir<br />
accepté de m’aider et de me donner des conseils, ce qui m’a beaucoup fait progresser dans<br />
mon projet. Je le remercie pour sa gentillesse et surtout sa bonne humeur quotidienne qui<br />
ont facilité mon intégration au sein du laboratoire, et qui ont rendu mon travail efficace.<br />
Je remercie également Sylvain Couvray, avec qui j’ai énormément appris et qui m’a<br />
tous les jours accompagné dans mon travail en ayant la patience de répondre, toujours avec<br />
pertinence, à mes nombreuses questions.<br />
Je tiens enfin à témoigner toute ma reconnaissance à Philippe Aublanc qui m’a<br />
beaucoup aidé et avec qui j’ai passé beaucoup de temps, mais aussi Marion Perrache,<br />
Elodie Rouanet, Rija Rakotoarisoa, Mathieu Guillemin, Caroline <strong>Le</strong>callard et Elian Pouilloux,<br />
pour m’avoir soutenu dans mon travail, et pour avoir tout fait pour que les conditions soient<br />
optimales.<br />
Un grand merci a toute l’équipe de l’Aquarium-musée Paul Ricard qui m’ont fait<br />
partager leur expérience et ont pris le temps de m’expliquer avec précision les différentes<br />
étapes de leur travail.
TABLE DES MATIERES<br />
Introduction…………………………………………………………………..............................p.1<br />
Partie I : Etat des lieux de la ressource de Paracentrotus lividus<br />
sur huit sites tests choisis en région toulonnaise…………………….………………p.2<br />
1. Présentation…….…………………………………………………………………….. p.2<br />
2. Matériel…………………………………………………………….………………….. p.2<br />
2.1. Matériel biologique : l’oursin <strong>comestible</strong> Paracentrotus lividus….……... p.2<br />
2.2. Matériel technique…………………………………………….………………p.2<br />
2.2.1. Traits de zooplancton……………………………..……………………...p.2<br />
2.2.2. Comptage et échantillonnage sur le terrain……………………..……..p.2<br />
3. Méthode…………………………….…………………………………………………..p.3<br />
3.1. Traits de zooplancton………………………….……………………………..p.3<br />
3.2. Comptage et échantillonnage sur le terrain………………………….…….p.4<br />
3.2.1. Plongeur 1………………………..………………………………………..p.4<br />
3.2.2. Plongeur 2………………………………………..………………………..p.4<br />
4. Résultats et discussion………………………………………..………………………p.5<br />
4.1. Traits de zooplancton…………………………………….…………………..p.5<br />
4.2. Comptage et échantillonnage sur le terrain…………………………….….p.6<br />
Partie II : Optimisation des conditions de production de larves et de juvéniles<br />
de Paracentrotus lividus pour des opérations de réintroduction…………...…….p.9<br />
1. L’élevage expérimental de Paracentrotus lividus : présentation…………….….p.9<br />
1.1. La culture d’algues……………………….…………………………………...p.9<br />
1.1.1. Préparation du milieu de culture……………………………..………...p.10<br />
1.1.2. Ensemencement et repiquage des algues………………………..…..p.10<br />
1.2. Démarrage de l’élevage larvaire : fécondation et comptage des œufs..p.11<br />
1.2.1. Fécondation…...………………………………………………………….p.11<br />
1.2.2. Comptage des œufs fécondés……………..…………………………..p.12<br />
2. Essais d’optimisation des conditions d’élevage larvaire………………..………p.13<br />
2.1. Expérience 1 :<br />
bullage et renouvellement d’eau dans les bacs d’élevage…………….. p.13<br />
2.1.1. Matériel et méthode…..…………………………………………………p.13
2.1.2. Résultats……………..…………………………………………………...p.14<br />
2.1.3. Discussion………………..………………………………………………p.16<br />
2.2. Expérience 2 : qualité de l’alimentation des larves…………………..…..p.18<br />
2.2.1. Matériel et méthode……..………………………………………………p.18<br />
2.2.2. Résultats…………………..……………………………………………...p.18<br />
2.2.3. Discussion………………………..………………………………………p.20<br />
2.3. Expérience 3 :<br />
bullage, renouvellement d’eau et qualité de l’alimentation des larves………….p.21<br />
2.3.1. Matériel et méthode……. ;...……………………………………………p.21<br />
2.3.2. Résultats……………………..…………………………………………...p.22<br />
2.3.3. Discussion……………………..…………………………………………p.23<br />
3. Mise en élevage des œufs………………………………………….……………..p.24<br />
3.1. Alimentation des larves…………………………….……………………….p.26<br />
3.2. Elevage des juvéniles………………………….……………………………p.26<br />
3.3. Suivi de l’élevage………………………….………………………………...p.27<br />
3.4. Difficultés rencontrées lors de l’élevage………………………….……….p.28<br />
3.4.1. Gestion du volume/dates des repiquages du phytoplancton<br />
en gaines……………………..…………………………………………..p.28<br />
3.4.2. Obtention de géniteurs sauvages……………………..……………….p.28<br />
3.4.3. Estimation des densités larvaires…………………..………………….p.29<br />
3.4.4. Mortalité pré-métamorphose……………………..…………………….p.29<br />
3.4.5. Détection de la phase de métamorphose<br />
et transfert en « pochons de lâchés »………….……………………..p.31<br />
3.4.6. Alimentation des juvéniles…………………..………………………….p.31<br />
4. Essais de réintroduction……………………………..……………………………..p.32<br />
4.1. Choix des lieux de réintroduction………………………..…………………p.32<br />
4.2. Organisation des lâchers…………………………….……………………..p.32<br />
4.3. Rôles du laboratoire EB2M………………………………..………………..p.32<br />
Conclusion........................................................................................................................p.33<br />
Bibliographie…………………………………………………….……………………………...p.34<br />
Annexes<br />
[ Remarque : toutes les figures (photos, schémas) et tableaux sont de l’auteur ]
EMF = eau de mer filtrée<br />
GPS = Global Positioning System<br />
IC = indice de condition somatique<br />
GLOSSAIRE<br />
IFREMER = Institut Français de Recherche pour l’Exploitation de la Mer<br />
IG = indice gonadique<br />
IOPR = Institut Océanographique Paul Ricard<br />
PVC = polychlorure de vinyle<br />
TPM = Toulon Provence Méditerranée
LISTE DES ANNEXES<br />
Annexe 1 : L’institut Océanographique Paul Ricard<br />
Annexe 2 : L’oursin <strong>comestible</strong> Paracentrotus lividus<br />
Annexe 3 : Fiche immergeable transects<br />
Annexe 4 : Biotopes des sites tests<br />
Annexe 5 : Résultats obtenus pour les traits de zooplancton, entre janvier et juillet <strong>2009</strong><br />
Annexe 6 : Analyse qualitative des échantillons recueillis sur les sites tests, entre février et<br />
mai <strong>2009</strong><br />
Annexe 7 : Analyse quantitative des échantillons recueillis sur les sites tests, entre février et<br />
mai <strong>2009</strong><br />
Annexe 8 : Relations allométriques et biométriques obtenues sur les sites tests, entre février<br />
et mai <strong>2009</strong><br />
Annexe 9 : Milieu de Conway<br />
Annexe 10 : Solutions mères de substances nutritives utilisées pour le milieu de culture de<br />
Skeletonema costatum<br />
Annexe 11 : Inauguration de l’écloserie expérimentale de l’Institut, visite de Monsieur Borloo,<br />
Ministre de l’Écologie, de l’Énergie, du Développement durable et de la Mer<br />
Annexe 12 : « Méditerranée, l’espoir renaît », <strong>Le</strong> Figaro Magazine, 18 juillet <strong>2009</strong>
INTRODUCTION<br />
La diminution des stocks d’oursins <strong>comestible</strong>s Paracentrotus lividus (Lamark, 1816)<br />
semble s’observer depuis 1987 sur les côtes méditerranéennes. Dès cette année, le<br />
Syndicat des Oursiniers de Marseille sonnait l’alerte « avec une pêche journalière de 5 000<br />
douzaines et de 10 à 15 000 douzaines prélevées par les braconniers, la surexploitation des<br />
oursins entraîne leur disparition ». Ce phénomène est particulièrement frappant dans la baie<br />
de La Ciotat (Bouches du Rhône) où certains sites, anciennement connus pour leur<br />
abondance par les pêcheurs, sont aujourd’hui presque dépourvus d’oursins <strong>comestible</strong>s<br />
(jusqu’à 70% de la ressource a disparu). L’oursin subit donc une forte pression due à la<br />
pêche amateur et professionnelle (Gras, 1985) malgré les réglementations, sans écarter la<br />
destruction des habitats par les aménagements du littoral, la pollution urbaine et industrielle.<br />
<strong>Le</strong>s populations devenant de moins en moins importantes, l’activité de pêche est en danger<br />
(Allain, 1972 ; <strong>Le</strong> Direac’h, 1987 ; <strong>Le</strong> Gall, 1987 ; Regis, 1987).<br />
Afin de compenser la diminution des populations d’oursins constatée dans ces<br />
secteurs, une démarche scientifique de production en écloserie et de lâchés d’oursins<br />
<strong>comestible</strong>s P. lividus dans les eaux du littoral méditerranéen a été envisagée. Sollicités et<br />
subventionnés par la Communauté d’Agglomération TPM (Toulon Provence Méditerranée),<br />
le Conseil Général du Var, la Prud’homie de La Ciotat, l’Agence de l’Eau Rhône<br />
Méditerranée Corse et le Conseil Général des Bouches du Rhône, les chercheurs de<br />
l’Institut Océanographique Paul Ricard (Annexe 1) dirigent ce projet pilote qui s’étend sur<br />
trois ans.<br />
L’élevage des oursins, ou échiniculture, reste très peu développé à l’échelle<br />
mondiale. Cependant quelques systèmes aquacoles ont été testés à plus large échelle,<br />
comme le confirme la littérature : semis et mise en jachère sur zone naturelle identifiée (sea<br />
urchin ranching décrit par Fernandez en 1994), polyculture en cage avec poissons (Kelly et<br />
al, 1998). Cependant, seul l’élevage en écloserie, indépendant des conditions naturelles et<br />
n’apportant pas de pression supplémentaire sur l’usage des eaux littorales semblerait être la<br />
solution. Cette solution nécessite une maîtrise complète du cycle d’élevage des larves et des<br />
juvéniles d’oursins <strong>comestible</strong>s P. lividus.<br />
Notre projet se décompose en trois volets. Tout d’abord, un état des lieux de la<br />
ressource par comptage sur le terrain permettra d’estimer le niveau général des stocks<br />
d’oursins, en quantité mais aussi en qualité (tailles des oursins et indices gonadiques).<br />
Ensuite des essais de maîtrise d’élevage de larves et de juvéniles d’oursins sera faite en<br />
écloserie, en utilisant des petites unités d’élevage expérimentales. Nous tenterons ainsi<br />
d’optimiser les conditions d’élevage dans ces structures (nourriture, renouvellement<br />
d’eau…), celui-ci étant à l’heure actuelle peu maîtrisé car différant fortement des élevages de<br />
poissons, mollusques et crustacés. Enfin, des lâchés de juvéniles seront effectués en région<br />
toulonnaise, sur des sites sélectionnés, en s’efforçant de proposer un protocole de suivi pour<br />
les années à venir, afin de pouvoir estimer l’efficacité de notre démarche.<br />
1
PARTIE I<br />
Etat des lieux de la ressource de Paracentrotus lividus<br />
sur huit sites tests choisis en région toulonnaise<br />
1. Présentation<br />
Depuis de nombreuses années, les pêcheurs ciotadens déplorent la diminution des<br />
populations d’oursins dont la pêche est une tradition en Méditerranée depuis des<br />
générations. En effet, alors que cette pêche artisanale était pratiquée par des pêcheurs seuls<br />
sur leur barque dans les années 60, l’action de nombreux « oursiniers » professionnels s’est<br />
développée, tandis que la pêche amateur est devenue au fil du temps de plus en plus<br />
importante. Dans les années 80-90, des études en région marseillaise avaient montré que<br />
les stocks étaient passés de 17-20 individus/m 2 à 7-2 individus/m 2 en à peine deux ans<br />
(Regis, 1989). Depuis ces années là, la disparition de la maladie chauve et les rappels<br />
réguliers de la réglementation auraient permis aux stocks de se reconstituer partiellement.<br />
Malheureusement, les données sur les réelles quantités d’oursins des sites fortement<br />
pêchés restent très difficiles à obtenir. Dans le but d’avoir une première idée de l’état des<br />
stocks d’oursins de Paracentrotus lividus en région toulonnaise, nous avons choisi, avec les<br />
moyens techniques et humains du laboratoire, de mettre en place un protocole d’évaluation<br />
de l’état général de la ressource, pendant toute la durée du stage. Ce protocole se<br />
décompose en deux parties. La première tente d’évaluer le recrutement des larves d’oursins,<br />
via une méthode de traits de zooplancton réalisée en bateau. La seconde consiste en un<br />
comptage visuel en plongée, un échantillonnage et une analyse au laboratoire des<br />
échantillons prélevés.<br />
2. Matériel<br />
2.1. Matériel biologique : l’oursin <strong>comestible</strong> Paracentrotus lividus (Annexe 2)<br />
2.2. Matériel technique<br />
2.2.1. Traits de zooplancton<br />
- filet immergeable (maille 400 microns, ouverture de 1750cm 2 ). Fabriqué au sein du<br />
laboratoire, sa résistance lui permet d’être tracté par un bateau muni d’une corde de<br />
15m, à la vitesse maximale de 1 à 2 nœuds. Au bout du filet, un réservoir de 1ℓ à maille<br />
très fine permet de concentrer le zooplancton capturé.<br />
- thermomètre et salinomètre électroniques<br />
- GPS pour enregistrer le trait réalisé par le bateau<br />
- flacon plastique 1,5ℓ, rouge neutre en poudre et loupe binoculaire x15<br />
2.2.2. Comptage et échantillonnage sur le terrain<br />
- 2 équipements complets de plongée<br />
- triple décamètre (30m) et règle plastique de 2m, marquée en son milieu par un trait noir<br />
- tablette immergeable (Annexe 3) où les données de comptage seront inscrites au fur et à<br />
mesure de l’évolution du plongeur le long du transect<br />
- calibreur permettant de savoir à quelle classe de taille appartient l’oursin observé<br />
- thermomètre et salinomètre électroniques, profondimètre<br />
2
- seau pour le ramassage des gros oursins, paire de ciseaux pour le découpage des tests,<br />
balance de précision à 0,1mg près<br />
3. Méthode<br />
3.1. Traits de zooplancton<br />
Figure 1 : Schéma de la méthode du trait de plancton<br />
La méthode utilisée (Figure 1) consiste à se déplacer en bateau sur des sites d’étude<br />
choisis, localisés autour de l’Ile des Embiez : site Rix-cauvelle ou site Gaou-Embiez.<br />
- Rix-cauvelle (200m) = départ : 43°04’36 N, 5°4 6’34 E, arrivée : 43°04’29 N, 5°46’33 E<br />
- Gaou-Embiez (300m) = départ : 43°04’17 N, 5°47 ’06 E / arrivée : 43°04’11 N, 5°46’54 E<br />
<strong>Le</strong>s biotopes de ces sites sont quasi-identiques : éboulis, gros blocs rocheux,<br />
tombants mais aussi zones de graviers et d’herbiers clairsemés. De nombreuses algues<br />
photophiles sont présentes sur les roches. La zone est assez poissonneuse, avec une eau<br />
claire (visibilité >20m). Toutes les classes d’oursins sont présentes : juvéniles (diamètre test<br />
5cm).<br />
Ces sites, réputés pour leur abondance en P. Lividus, nous ont été indiqués par les<br />
pêcheurs professionnels d’oursins (à la grapette ou en apnée), ayant coutume de pêcher<br />
autour de l’île. Selon ces pêcheurs, il semblerait que depuis quelques années les stocks<br />
d’oursins aient diminués. Afin de vérifier cette constatation, nous tentons d’évaluer<br />
l’abondance larvaire.<br />
Arrivés sur le site, nous réalisons une mesure de salinité et de température à 1m de<br />
profondeur. La météo des trois derniers jours est notée. Nous repérons le trait de<br />
zooplancton à réaliser grâce aux amers et au GPS du bateau. <strong>Le</strong> filet est mis à l’eau pendant<br />
quelques minutes le temps de parcourir la distance de 200m ou 300m à très faible vitesse.<br />
Une fois le trait effectué, le bateau ralentit et nous remontons le filet avec précaution. <strong>Le</strong><br />
contenu du réservoir situé en bout de filet est ouvert puis vidé dans un flacon propre de 1,5ℓ.<br />
Au laboratoire, nous colorons la solution de zooplancton avec du rouge neutre<br />
(concentration : 1g/ℓ). L’observation des larves se fait à la loupe binoculaire (x15). Nous<br />
dénombrons le nombre de larves d’oursins au stade plutéus, et rapportons cela aux mètres<br />
cubes d’eau filtrés. Cela nous permet de détecter des périodes de blooms.<br />
3
3.2. Comptage et échantillonnage sur le terrain<br />
L’échantillonnage se fait sur 8 sites sélectionnés (Annexe 4), pour la majorité réputés<br />
pour leur haute fréquentation par les oursiniers professionnels : Coudoulière, Gaou-Embiez,<br />
St Mandrier, Mitre, Rix-cauvelle, Garonne, Bau Rouge et Cap Sicié. <strong>Le</strong> déplacement se fait<br />
en voiture pour les sites les plus éloignés, ou en bateau pour les plus près. Sur le site, deux<br />
plongeurs équipés se mettent à l’eau :<br />
3.2.1. Plongeur 1<br />
Figure 2 : Schéma de la méthode de comptage et échantillonnage sur le terrain<br />
Après avoir déroulé le triple décamètre sur le fond (Figure 2), le plongeur se déplace en<br />
faisant glisser une règle en plastique de 2m le long de cette ligne matérialisée (1m à droite,<br />
1m à gauche). La surface visualisée par le plongeur le long de son parcours est alors de<br />
60m 2 . Muni d’une tablette immergeable et du calibreur à oursins, celui-ci observe le transect<br />
et note :<br />
- nature du biotope et cotation (exemple : tombants 25%, herbiers 50%, éboulis rocheux 25%)<br />
- nombre d’oursins dans chaque classe de taille en fonction du biotope (juvéniles < 2cm, petits 2 à<br />
3,5cm, moyens 3,5 à 5cm et gros > 5cm)<br />
- profondeurs maximale et minimales<br />
- présence ou non de l’oursin Arbacia lixula<br />
Cette méthode de quantification a fréquemment été utilisée par Azzolina (1988).<br />
L’analyse des résultats nous permettra d’estimer l’abondance qualitative (nombre) et<br />
qualitative (tailles) de P. lividus sur chaque site, et nous indiquera si il existe des différences<br />
entre les zones de pêche étudiées sur la région toulonnaise. Un rapport entre l’abondance<br />
de P. lividus et la présence d’A. lixula pourra être fait. A. lixula est un oursin de couleur noire,<br />
non ramassé par les pêcheurs car non <strong>comestible</strong>. Il ne subit pas de pression anthropique<br />
directe par pêche/ramassage, et pourrait dans certains cas rares, rentrer en compétition<br />
spatiale et alimentaire avec P. lividus.<br />
3.2.2. Plongeur 2<br />
Celui-ci à pour rôle de ramasser de manière aléatoire 14 oursins de taille supérieure<br />
à 5cm. Ce choix de 14 se veut représentatif du quart d’une pêche journalière autorisée (12<br />
oursins), plus 2 oursins supplémentaires au cas où il y en aurait d’abimés. Au laboratoire,<br />
des mesures seront réalisées sur ces gros oursins : poids total de l’animal (en g), diamètre<br />
4
du test sans les piquants (en cm), sexe (M ou F), poids des gonades (en g) et maturité des<br />
gonades (notation A = peu mature, gonades de petites taille et peu granuleuses, B = mature,<br />
gonades de taille moyenne, assez granuleuses, C = très mature, gonades de grosse taille,<br />
les canaux gonadiques sont déjà remplis, l’oursin émet ses gamètes au moindre stress).<br />
Avant de quitter le site, ce plongeur mesure la température de l’eau et sa salinité. Ces<br />
résultats nous permettront de donner une appréciation générale sur l’état de maturité des<br />
individus de grosse taille prélevés au sein de chaque site, grâce au calcul des indices<br />
gonadiques.<br />
4. Résultats et discussion<br />
4.1. Traits de zooplancton<br />
Figure 3 : Résultats des traits de zooplancton réalisés sur les sites Rix-cauvelle et Gaou-Embiez entre janvier et juillet <strong>2009</strong>. <strong>Le</strong>s<br />
astérisques indiquent qu’à ces dates là, les données proviennent du site Gaou-Embiez.<br />
<strong>Le</strong> graphique (Figure 3) nous montre les résultats obtenus pour les traits réalisés entre<br />
janvier et juillet <strong>2009</strong> (Annexe 5). <strong>Le</strong>s deux sites étudiés autour de l’Ile des Embiez sont<br />
proches l’un de l’autre de seulement quelques centaines de mètres. Nous observons 3<br />
phases successives :<br />
9 février – 12 mars :<br />
<strong>Le</strong>s densités de plutéi de P. lividus varient entre 0,09 et 0,61 individus/m 3 d’eau filtrée.<br />
<strong>Le</strong>s densités d’échinodermes « autres » (ophiures, holoturies…) dépassent largement celles<br />
des P. lividus : entre 0,57 et 1,37 individus/m 3 . <strong>Le</strong> ratio « plutéi de P. lividus/autres échinodermes» oscille<br />
alors entre 0,07 et 0,51. A cette période là, aucun oursin en métamorphose ou<br />
métamorphosé n’est observé. La température de l’eau varie entre 13 et 14°C, et la salinité<br />
moyenne est de 37,8PSU. La météo est plutôt stable : beau temps, parfois couvert, vent faible<br />
à moyen.<br />
16 mars – 27 avril :<br />
<strong>Le</strong>s densités de plutéi de P. lividus sont quasi nulles (entre 0,00 et 0,03 individus/m 3 ).<br />
<strong>Le</strong>s densités des autres échinodermes dépassent toujours celles des P. lividus mais restent<br />
très faibles : entre 0,00 et 0,09 individus/m 3 . <strong>Le</strong> ratio « plutéi de P. lividus/autres échinodermes» atteint au<br />
maximum la valeur de 0,3 pour le 16 mars et le 2 avril. Là non plus, aucun oursin en<br />
métamorphose ou métamorphosé n’est observé. La température de l’eau varie entre 14 et<br />
15°C, et la salinité moyenne est de 37,8 PSU. La météo est plutôt changeante : beau temps,<br />
5
mais aussi pluies et coups de mistral relativement forts. L’ensemble des traits réalisés<br />
pendant cette période révèlent la présence d’autres zooplanctons très abondants et peu<br />
diversifiés (copépodes), ainsi que quelques larves de poissons et d’hydroméduses.<br />
26 mai – 1 er juillet :<br />
Nous observons une période de bloom de zooplancton, où les densités de P. lividus<br />
varient entre 0,03 et 1,60 individus/m 3 . <strong>Le</strong>s densités des autres échinodermes dépassent<br />
encore celles des P. lividus : entre 0,03 et 2,20 individus/m 3 . <strong>Le</strong> ratio « plutéi de P. lividus/autres<br />
échinodermes» évolue entre 0,72 et 1,00. Dès le 3 juin et ce jusqu’au 1 er juillet, de nombreux<br />
oursins en métamorphose ou métamorphosés sont observés (entre 0,14 et 3,37<br />
individus/m 3 ). La température de l’eau varie entre 19 et 21°C, et la salinité moyenne est de<br />
37,8PSU. La météo est homogène et clémente. L’ensemble des traits réalisés pendant cette<br />
période révèlent la présence d’autres zooplanctons très diversifiés, ainsi que la présence<br />
d’hydrozoaires. La période de bloom semble se ralentir nettement à partir du 15 juillet.<br />
La première fois où nous observons un changement radical (bloom) dans les densités de<br />
plutéi correspond à la période du 27 avril au 26 mai. En l’espace de 4 semaines, nous<br />
voyons les densités évoluer de 0 à plus de 1,50 individus/m 3 . Cela laisse penser que la<br />
période de reproduction sauvage des oursins P. lividus s’est produite moins de 25 jours<br />
auparavant, c'est-à-dire début mai (métamorphose de l’espèce entre le 25 et le 30 ème jour).<br />
La première fois que nous observons des oursins métamorphosés ou en métamorphose<br />
correspond à la date du 3 juin, ce qui correspondrait aux larves issues des reproductions de<br />
début mai. Entre le 3 et le 18 juin, le nombre d’oursins en métamorphose ou métamorphosés<br />
ne cesse de chuter, passant de 3,37 à 0,14 individus/m 3 . <strong>Le</strong>s oursins métamorphosés<br />
passent alors en phase benthique, ils se déposent sur les substrats ce qui expliquerait qu’on<br />
ne les retrouve plus dans le filet. Dès le 25 juin, aucun plutéi de P. lividus n’est compté et<br />
nous observons seulement 0,03 à 1,03 oursins métamorphosés/m 3 : la période de bloom est<br />
terminée.<br />
<strong>Le</strong>s données acquises permettent ainsi de savoir que c’est au début du mois de mai<br />
que s’est effectué le bloom printanier des larves de P. lividus. Cette période correspond au<br />
moment où nous avons constaté que la température de l’eau augmentait assez rapidement<br />
(+ 4°C en 4 semaines, dépassant les 19°C), accompag né d’une météo stable et clémente.<br />
4.2. Comptage et échantillonnage sur le terrain (Annexe 6 et Annexe 7)<br />
Figure 4 : Nombres moyens de P. lividus et de A. lixula par m 2 observés sur les transects, toutes classes de tailles confondues<br />
(février-mai <strong>2009</strong>)<br />
Pour l’oursin <strong>comestible</strong> P. lividus (Figure 4), nous constatons que la plus forte<br />
densité est atteinte sur le site Cap Sicié avec en moyenne 8,03 individus/m 2 , suivi par les<br />
6
sites Gaou-Embiez (4,35/m 2 ) et Rix-cauvelle (3,15/m 2 ). Pour les autres sites, cette densité<br />
est faible et varie entre 1,93 et 0,45 individus/m 2 . Nous pouvons remarquer que ces valeurs<br />
de densités sont toutes très inférieures à celles décrites par Régis (1989) en région<br />
marseillaise dans les années 80-90 (17 à 20 individus/m 2 ).<br />
Figure 5 : Nombres moyens de P. lividus/m 2 dans chaque classe de taille, observés sur les transects des sites tests (février-<br />
mai <strong>2009</strong>)<br />
La forte densité observée au Cap Sicié peut s’interpréter par le fait que ce soit un site<br />
faiblement pêché, du à sa proximité avec l’émissaire de la station d’épuration du Cap Sicié<br />
(quelques dizaines de mètres seulement) et du à son accessibilité limitée (inaccessible à<br />
pied, et trajet de 20 minutes en bateau). Lorsqu’on regarde le graphique de la Figure 5, on<br />
constate que les gros individus (>5cm) sont largement représentés par rapport aux moyens<br />
(3,5 à 5cm), petits (2 à 3,5cm) et juvéniles (
énéficieraient d’une disponibilité alimentaire supérieure à celles des autres sites, due en<br />
partie à la proximité de l’émissaire de la station d’épuration. En effet, en plus de l’assimilation<br />
de composants nutritifs des végétaux broutés, P. lividus peut apparemment utiliser le<br />
matériel dissous dans l’eau comme source d’énergie, notamment le matériel particulaire<br />
récolté grâce à la microstructure de ses piquants (Regis, 1981).<br />
Figure 6 : Indices Gonadiques et Indices de Condition Somatique des P. lividus prélevés sur les sites tests (moyenne févriermai<br />
<strong>2009</strong>)<br />
Pour l’oursin noir A. lixula (Figure 4), nous remarquons que c’est sur le site Gaou-<br />
Embiez que la plus forte densité est observée (en moyenne 1,32/m 2 ), suivi par le site St<br />
Mandrier (1,05/m 2 ). <strong>Le</strong>s densités observées sur les autres sites sont plus faibles, voire nulles<br />
(entre 0,00 et 0,60 individus/m 2 ). Cela laisse penser que les biotopes des sites Gaou-Embiez<br />
et St Mandrier se prêtent bien au développement de cette espèce (nature rocheuse des<br />
fonds et accessibilité de la nourriture). L’oursin noir apprécie les faces verticales des rochers.<br />
<strong>Le</strong> site Mitre, par exemple, de par la nature du fond qu’il possède (herbiers de Posidonia<br />
oceanica) n’a révélé aucun A. lixula lors des comptages. Dans l’ensemble, les densités de P.<br />
lividus dépassent largement les densités d’A. lixula. Cependant, nous remarquons que sur<br />
les sites St Mandrier, Bau Rouge et Garonne, le ratio A. lixula / P. lividus varie entre 0,80 et 0,85,<br />
ce qui est relativement élevé. Il n’est pas à exclure que le développement de l’espèce A.<br />
lixula soit facilité sur les sites où P. lividus est régulièrement soumis à une pression de pêche<br />
importante.<br />
Pour chaque transect (Figure 7), les données issues des oursins prélevés et<br />
disséqués nous ont permis d’établir des relations biométriques (Annexe 8) entre le LOG(poids<br />
total de l’individu) et LOG(diamètre du test de l’individu, sans les piquants). Cependant, rares sont les<br />
droites de régression qui possèdent un R 2 supérieur à 0,95.<br />
Figure 7 : Exemple d’une relation biométrique obtenue sur le lot de 14 oursins prélevés le site de St Mandrier le 30 mars <strong>2009</strong>.<br />
Ainsi, les comptages ont pu révéler des différences entres les sites étudiés : densités<br />
d’oursins mais aussi nature des biotopes. Cela nous donne des pistes sur les futurs lieux où<br />
des lâchers de juvéniles pourront être réalisés, les sites où l’impact de la pêche est le plus<br />
marqué étant à privilégier (tout en tenant compte d’un éventuel facies de surpâturage).<br />
8
PARTIE II<br />
Optimisation des conditions de production de larves et de juvéniles<br />
de Paracentrotus lividus pour des opérations de réintroduction<br />
1. L’élevage expérimental de Paracentrotus lividus : présentation<br />
L’élevage d’oursins <strong>comestible</strong>s en circuit semi-fermé, basé sur des structures aquacoles<br />
localisées à terre s’oppose aux systèmes en mer fortement dépendants des conditions<br />
extérieures : semis et mise en jachère sur zone naturelle identifiée (sea urchin ranching,<br />
selon Fernandez (1994)) ou polyculture en cage avec poissons (Kelly et al, 1998). L’objectif<br />
d’un élevage en écloserie est de maîtriser au maximum chaque phase du cycle de vie de<br />
l’animal (Figure 1), en contrôlant la majorité des paramètres environnementaux<br />
(température, photopériode, qualité de l’eau, qualité et quantité de nourriture, densité<br />
d’élevage, bullage…). L’avantage est que les animaux produits en élevage ne dépendent<br />
pas du milieu extérieur, et que leurs chances de survie sont largement augmentées avant la<br />
phase de lâchés. Dans la littérature, de nombreux rapports scientifiques traitent de<br />
l’optimisation de la croissance des gonades d’oursins adultes, en vue d’une<br />
commercialisation. Peu de rapports décrivent les méthodes d’élevage de juvéniles. Notre<br />
travail est inspiré en partie des travaux de <strong>Le</strong> Gall (1990) et de Grosjean et al. (1998).<br />
Figure 1 : Etapes successives de l’élevage de Paracentrotus. lividus<br />
1.1. La culture d’algues<br />
Pour nourrir les plutéi pélagiques, plusieurs souches de phytoplancton ont été cultivées<br />
au sein du laboratoire de l’IOPR :<br />
- Pavlova lutheri (haptophycées, flagellés). Largement utilisée en aquaculture (exemple :<br />
Crassostrea Gigas), dû à sa richesse en acides gras polyinsaturés EPA et DHA et à sa<br />
facilité de culture (20 à 24% de lipides et entre 40 et 50µm 3 de volume cellulaire moyen).<br />
- Nannochloropsis (eustigmatophyceae). Utilisée en écloserie de bivalves et pour les<br />
cultures de rotifères, cette souche est riche en EPA, ARA et Oméga 3.<br />
9
Mais aussi : Skeletonema costatum, Porphyridium, Tetraselmis…<br />
Ces souches d’algues sont commandées à la SATMAR (Société Atlantique de<br />
Mariculture) puis reçues par voie postale sous forme de tubes à essais de 15mℓ stockés<br />
dans les frigos du laboratoire.<br />
1.1.1. Préparation du milieu de culture<br />
Afin d’enrichir l’eau de mer naturelle, des milieux de culture sont préparés. Pour P.<br />
lutheri, Nannochloropsis, Porphyridium et Tetraselmis nous nous sommes référés au milieu<br />
de Conway détaillé par le rapport « Production d’algues unicellulaires » de l’Ifremer Palavas<br />
(Annexe 9). Ce milieu donne des bons résultats. Pour S. costatum, nous nous sommes<br />
référés aux solutions mères de substances nutritives citées dans le recueil « Essais<br />
Toxicologiques » de 1998 (Annexe 10). Nos essais ont montré que ce milieu de culture<br />
conviendrait mieux à la souche que le milieu de Conway de l’Ifremer. Après filtration de l’eau<br />
de mer naturelle (sur filtre microfibre Whatman 1,2µm), nous vérifions et ajustons sa salinité<br />
à 30PSU avec de l’eau distillée (conseillé par le recueil « Essais écotoxicologiques », 1998),<br />
ce qui optimise au maximum la pousse du phytoplancton.<br />
Nous réalisons le dosage suivant : 1mℓ de solution de Conway pour 1ℓ d’eau de mer<br />
filtrée (EMF). La stérilisation des flacons se fait à l’autoclave (20 minutes à 120°C). Cette<br />
étape permet de limiter l’entrée de contaminants pathogènes provenant du milieu extérieur<br />
(virus, procaryotes, protozoaires). Après passage à l’autoclave, nous ajoutons ensuite une<br />
solution de vitamines B1 et B12, stérilisée au préalable par filtration (seringue avec filtre<br />
0,2µm Minisart). De cette façon, les vitamines ne sont pas dénaturées par la chaleur de<br />
l’autoclave. Notons que pour S. costatum il faut prendre soin d’ajouter une solution silicatée<br />
de Métasilicate de Sodium dans le milieu de culture. Cela permet à cette diatomée de mieux<br />
pousser et d’être plus compétitive dans son milieu (selon Andineau & Blancheton, 1985-86).<br />
1.1.2. Ensemencement et repiquage des algues<br />
Dans le laboratoire de l’IOPR, la culture des algues en petits ballons de 1ℓ se fait dans<br />
une salle spéciale, disposant de panneaux isolants sur les murs, limitant les fluctuations de<br />
lumière et de température. <strong>Le</strong>s faibles variations de température restantes sont compensées<br />
par une climatisation/chauffage à l’intérieur de la pièce. <strong>Le</strong>s ballons sont placés à 15/20cm<br />
de néons (15 à 25 klx) disposés horizontalement contre le mur. Un ensemble de tubes<br />
plastiques amène de l’air filtré en permanence (non enrichit en CO2, la culture se voulant<br />
expérimentale).<br />
Tout d’abord, la production est mise en place dans des flacons de 50mℓ (10% d’apport en<br />
phytoplancton, soit 5mℓ pour 45mℓ d’EMF, stérilisée, enrichie). Lors de nos cultures d’algues,<br />
nous avons cherché à faire tendre les souches phytoplanctoniques vers une phase de<br />
production exponentielle, voire stationnaire. Ainsi, lorsque les concentrations deviennent<br />
suffisamment importantes (saturation et opacité du milieu pouvant conduire au début de la<br />
phase de mortalité), les algues sont repiquées dans des ballons de volume supérieur. En<br />
parallèle, nous avons pris soin d’entretenir nos souches d’algues originelles (repiquages<br />
réguliers et stockage au frigo) afin de pouvoir éventuellement les utiliser en cas de problème.<br />
Après la multiplication des souches d’algues dans les flacons de 50mℓ (en quelques jours,<br />
généralement 4), celles-ci sont repiquées dans des ballons de 500mℓ, 1ℓ, puis 10ℓ, avec un<br />
bullage régulier placé le plus possible au centre du flacon, pour un brassage homogène<br />
(Figure 2). Dès que l’algue dans les ballons atteint une concentration suffisamment<br />
importante, nous les repiquons dans des gaines de 150ℓ à 200ℓ afin d’en avoir une quantité<br />
suffisante pour les apports journaliers destinés à nourrir les plutéi. <strong>Le</strong>s gaines (Figure 3) sont<br />
10
entretenues dans une autre salle spécialement aménagée (à température et luminosité<br />
maîtrisées) située contre la salle d’écloserie-nurserie que nous détaillerons ultérieurement.<br />
Lorsque la multiplication de la culture dans ces pochons génère une concentration de<br />
phytoplancton assez élevée, nous pouvons envisager de démarrer une reproduction<br />
d’oursins.<br />
Dans le but de fournir une quantité journalière en algues suffisante pour les besoins des<br />
plutéi, il est nécessaire de connaître la concentration des algues mises en culture. Pour ce<br />
faire, nous déposons une goutte de la solution à analyser sur une Cellule de Malassez, et<br />
nous comptons le nombre de cellules algales observées sous microscope. Cette méthode de<br />
comptage permet aussi de vérifier que les souches ne sont pas contaminées par des<br />
bactéries. A partir des concentrations calculées, nous en déduisons le volume de solution<br />
d’algues à distribuer aux larves.<br />
Figure 2 : Salle d’entretien des souches de phytoplancton (1 à 10 ℓ) Figure 3 : Salle des gaines (150 à 200 ℓ)<br />
1.2. Démarrage de l’élevage larvaire : fécondation et comptage des œufs<br />
1.2.1. Fécondation<br />
Pour la fécondation au laboratoire, il est nécessaire d’aller prélever des géniteurs<br />
dans le milieu naturel. <strong>Le</strong>s meilleures périodes de prélèvement se situent à la fin du<br />
printemps et au début de l’automne, moments où les populations sauvages se reproduisent<br />
(Fenaux, 1968 & Regis, 1979). Il faut récupérer un nombre suffisant d’oursins ayant un<br />
diamètre d’au moins 5cm, pour être sûrs de récupérer les gonades d’au moins une femelle<br />
mature et d’au moins un mâle mature (différentiation des sexes à l’œil nu impossible, pas de<br />
dimorphisme sexuel apparent). Il existe différents moyens pour obtenir les gamètes des<br />
géniteurs :<br />
- méthode de stimulation électrique (quelques volts passent à travers le corps de l’animal)<br />
- méthode chimique : injection de 0,5 à 5mℓ de KCℓ à 0,53M par le pôle oral (acétylcholine, H202)<br />
- méthode physique de prélèvement des gonades<br />
- méthode de ponte artificielle en bécher, après découpage des tests<br />
Nous avons choisis la quatrième méthode. Cela nous permet d’être quasi sûrs que<br />
les gamètes qui seront émis sont bien développés et matures, ayant ouvert l’animal et<br />
observé ses gonades auparavant. Nous avons procédé en plusieurs étapes :<br />
- Avec une paire de ciseaux, les oursins sont ouverts par la<br />
bouche, et le test est découpé de manière circulaire, sans<br />
abîmer les gonades (Figure 4). La partie orale des oursins<br />
est jetée. Une observation minutieuse de la partie aborale<br />
des oursins candidats à la fécondation est alors<br />
nécessaire. Nous choisissons un unique géniteur femelle<br />
dont les gonades sont rouges/orangées et de grosse taille,<br />
et présentant un aspect général très granuleux. <strong>Le</strong> choix Figure 4 : Préparation des géniteurs<br />
candidats<br />
11
de l’unique géniteur mâle se base quant à lui sur des gonades granuleuses<br />
blanches/jaunâtres. Pour la fécondation, nous avons fait le choix d’utiliser une seule<br />
femelle et un seul mâle, dans le but de pouvoir réaliser ultérieurement des tests de<br />
paternité via un laboratoire partenaire.<br />
- <strong>Le</strong>s hémisphères femelles sont posés sur des béchers de 250mℓ remplis aux trois quarts<br />
d’EMF afin d’éliminer les impuretés. <strong>Le</strong>s pores génitaux sont au contact de l’eau.<br />
Pendant une trentaine de minutes, nous laissons les gonades femelles pondre au dessus<br />
du récipient : par gravité, les ovocytes s’égouttent peu à peu par le pole aboral des<br />
oursins et décantent au fond du bécher. La ponte peut être accélérée en frottant<br />
légèrement les gonades avec une spatule.<br />
- <strong>Le</strong>s hémisphères mâles sont posés sur des béchers vides. <strong>Le</strong> sperme s’écoule par<br />
gravité à travers les pores génitaux. Il est récupéré à sec dans les béchers ce qui<br />
permettra de faciliter son dosage pour réaliser la fécondation. De même que chez les<br />
femelles, il est possible d’accélérer la ponte en frottant légèrement les gonades avec une<br />
spatule. Grâce à une pipette automatique, le sperme est placé dans un tube en verre<br />
placé dans la glace fondante ; il garde ainsi son pouvoir fécondant pendant plusieurs<br />
heures. Nous vérifions la mobilité des gamètes sous microscope.<br />
- Apres 30 minutes de ponte, les gamètes de la femelle sélectionnée sont tamisés sur une<br />
maille de 170µm et recueillis dans une éprouvette de 500mℓ complétée avec de l’EMF.<br />
<strong>Le</strong> tamisage des œufs permet l’élimination des débris qui gêneraient la fécondation, voire<br />
le développement larvaire. Un bullage permet d’homogénéiser le contenu de l’éprouvette<br />
sans abîmer les ovocytes. Pendant 10 minutes, nous retirons le système de bullage puis<br />
laissons décanter les ovocytes. Nous prélevons alors les trente premiers millilitres en<br />
surface, puis réajustons le volume manquant de l’éprouvette avec de l’EMF. L’opération<br />
est réitérée une seconde fois et permet l’élimination des ovules les moins denses, de<br />
moins bonne qualité pour la fécondation.<br />
- A partir des gamètes femelles sélectionnés, nous pouvons faire la fécondation. Certains<br />
mécanismes cellulaires protègent l’œuf fécondé contre la polyspermie, cependant une<br />
concentration excessive en spermatozoïdes peut provoquer l'entrée simultanée de<br />
plusieurs d’entre eux, ayant pour conséquence de perturber les divisions cellulaires qui<br />
suivent la fécondation. L’ensemble des gamètes de l’oursin femelle est fécondé avec<br />
seulement 100µℓ de sperme. Dans certains ouvrages, les auteurs utilisent parfois des<br />
dilutions plus importantes. <strong>Le</strong> volume de l’éprouvette est en suite réajusté avec de l’EMF.<br />
Nous laissons la fécondation se produire pendant une à deux heures dans l’éprouvette,<br />
avec un bullage homogène. <strong>Le</strong> temps écoulé, nous commençons à observer une membrane<br />
de fécondation au microscope, suivi des premières divisions cellulaires.<br />
1.2.2. Comptage des œufs fécondés<br />
<strong>Le</strong>s différentes fécondations effectuées au sein du laboratoire au cours du stage ont<br />
démontré que généralement le taux de fécondation avoisinait les 100% avec la méthode<br />
utilisée (confirmé par San Martin, 1995). Cependant, afin d’estimer de manière rigoureuse le<br />
nombre d’œufs fécondés mis en élevage, il faut les compter.<br />
Apres fécondation, le nombre d’œufs libérés dans l’éprouvette est très important, environ<br />
1 million d’œufs pour une femelle oursin (Fenaux, 1968). La méthode de comptage consiste<br />
à faire une dilution au dixième (1mℓ de la solution d’ovocytes + 9mℓ d’EMF). Ensuite, 1mℓ de<br />
12
la dilution est prélevé et réparti sur une lame à puis pour comptage à la loupe binoculaire.<br />
L’opération est reproduite trois fois de suite afin d’augmenter la fiabilité de la moyenne.<br />
2. Essais d’optimisation des conditions d’élevage larvaire<br />
2.1 Expérience 1 : bullage et renouvellement d’eau dans les bacs d’élevage<br />
2.1.1 Matériel et méthode<br />
<strong>Le</strong> matériel utilisé pour cette expérience est composé de :<br />
- Pompe avec rampe munie de 15 embouts plastiques : 3 sont bouchés, 3 sont laissés<br />
tels quels, et les 3x3 autres sont munis d’un « sucre » d’aquarium (bullage très fin)<br />
- 15 béchers/bacs de 1ℓ (Figure 5), lames à puis de comptage, propipette de 1mℓ,<br />
micropipette avec tubes de 10mℓ, loupe binoculaire (x 12), microscope (x 100), EMF,<br />
phytoplancton pour assurer l’alimentation des larves<br />
- Larves de P. lividus issues d’une fécondation réalisée au laboratoire le même jour<br />
La méthode mise en place s’opère en trois phases : la<br />
réalisation de la fécondation, la mise en place des œufs<br />
fécondés dans les bacs expérimentaux, et le comptage et<br />
observation des larves sur 2 semaines. La fécondation se<br />
déroule de la même manière que la fécondation destinée à<br />
la production d’oursins d’écloserie (cf §1.2.1.). Nous<br />
réalisons ensuite un comptage précis des œufs fécondés<br />
sous loupe binoculaire. A partir de cette donnée, nous<br />
Figure 5 : Mise en place des béchers répartissons environ 4000 larves dans chacun des 15 bacs<br />
d’élevage (soit une densité de 8 larves/ml). Ces 15 bacs on<br />
été préalablement remplis de 500mℓ d’EMF à 22°C dont la salinité à été ajustée à 38 PSU. Ils<br />
sont répartis en 5 groupes de 3 bacs (triplicats) qui diffèrent par leurs types de bullages et<br />
leurs types de renouvellements quotidiens en eau :<br />
- Groupe A : pas de bullage, 10% de renouvellement en eau par jour<br />
- Groupe B : bullage fin (1,2mℓ /seconde), 10% de renouvellement en eau par jour<br />
- Groupe C : bullage classique (3,7mℓ /seconde), 10% de renouvellement en eau par jour<br />
- Groupe D : bullage fin et aucun renouvellement en eau<br />
- Groupe E : bullage fin et 30% de renouvellement en eau par jour<br />
Remarque : Pour que l’expérience soit complète, il aurait fallu faire des groupes<br />
supplémentaires avec {pas de bullage et aucun renouvellement}, {pas de bullage et 30% de<br />
renouvellement}, {bullage classique et aucun renouvellement}, {bullage classique et 30% de<br />
renouvellement}, soit 12 bacs de plus. Cela n’était pas possible, tant dans l’organisation<br />
matérielle que dans la gestion du nombre de comptages à réaliser par une seule personne.<br />
L’expérience dure 14 jours. <strong>Le</strong>s larves sont nourries quotidiennement à partir de J2, avec<br />
Nannochloropsis, en se basant sur une densité de 10 5 cellules algales par larve, ceci étant<br />
progressivement ajusté à l’évolution des densités d’élevage dans les bacs (inspiré des<br />
travaux de GROSJEAN et al, 1998). <strong>Le</strong>s renouvellements en eau sont effectués à partir de<br />
J4, grâce à un siphon muni d’une maille de 250µm. <strong>Le</strong> contrôle de la salinité est réalisé<br />
toutes les 48 heures. <strong>Le</strong>s larves sont comptées et observées à J0, J3, J6, J8, J10, J12, J14.<br />
Après une homogénéisation du milieu, nous prélevons 4mℓ dans chacun des 15 bacs que<br />
nous plaçons dans des lames à puis de comptage. Sous loupe binoculaire, nous effectuons<br />
un comptage des larves et donnons une appréciation de leur homogénéité. Sous<br />
13
microscope, nous observons plus précisément les larves (taille en microns, développement<br />
des baguettes somatiques et squelettiques, malformations éventuelles, mobilité, aliments<br />
visibles par transparence, coloration…) et la qualité du milieu (résidus algaux, traces de<br />
baguettes cassées, contaminants mobiles…).<br />
2.1.2 Résultats<br />
Figure 6 : Résultats de l'expérience 1<br />
Groupe A : Au cours des 14 jours d’élevage, les larves comptées dans ce groupe sont<br />
relativement homogènes entre elles : tailles et stades de développement quasi-similaires.<br />
Par rapport aux autres groupes, elles ont des formes plutôt allongées (baguettes<br />
squelettiques branchiales longues), et sont de petite taille (500x400µm à J6 vs 600x500 pour<br />
les autres groupes le même jour). Au bout du 10 ème jour (stade 6 bras), les larves sont<br />
pigmentées, mobiles et par transparence nous pouvons voir les cellules algales à travers<br />
chaque larve. Nous n’observons pas de malformation récurrente au sein du lot. Au fil du<br />
temps, le milieu d’élevage dans lequel évoluent les plutéi se charge en baguettes cassées et<br />
en résidus d’algues. A J10, nous comptons une densité moyenne de larves supérieure à<br />
celle des jours précédents, surement dû à une erreur d’échantillonnage. Il semble prudent<br />
d’écarter cette donnée pour nos interprétations. Au 12 ème jour, le taux de mortalité est<br />
d’environ 60%, taux le moins élevé des 5 groupes étudiés, puis au 14 ème jour, la mortalité<br />
des larves atteint 100%. Seuls des plutéi moribonds (Figures 7 et 8) sont visibles (dont la<br />
densité est estimée à 5,6/mℓ) : ils sont entiers, immobiles et recouverts par un dépôt vert de<br />
cellules algales. Apres arrêt de l’expérience et filtration des 3x500mℓ des bacs d’élevage,<br />
nous retrouvons une cinquantaine de plutéi très bien développés (Figure 9) et un nombre<br />
important (estimé à 8000) de plutéi morts encore entiers.<br />
Figure 7 : Un plutéus moribond Figure 8 : Restes de baguettes Figure 9 : Un plutéus au stade 6 bras à J14<br />
14
Groupe B : Dans l’ensemble, les larves de ce groupe présentent une certaine hétérogénéité<br />
observable dès le début de l’élevage, tant dans leur taille que dans leur stade de<br />
développement. A J6, les larves commencent à s’arrondir. Elles présentent une légère<br />
pigmentation et les algues ingérées sont visibles par transparence. Cependant, on<br />
commence à observer des malformations : baguettes squelettiques branchiales tordues ou<br />
absentes, baguettes antéro-latérales de tailles différentes… Certaines larves semblent être<br />
en retard de développement par rapport à celles du groupe A. Pour J6, la valeur de la<br />
densité moyenne mesurée est très basse, dû probablement aux aléas de l’échantillonnage.<br />
A J10, nous observons de grandes disparités entre les larves : certaines sont grosses<br />
(600x600µm) mobiles et bien développées, tandis que les autres sont malformées (Figures<br />
10 et 11) quasi-statiques et très petites. A J12, le taux de mortalité est d’environ 70%, puis<br />
passe à 100% à J14. Par comparaison au groupe A, ici aucun plutéus entier n’est visible, ni<br />
vivant ni mort, le comptage permet<br />
seulement d’observer des résidus<br />
d’algues et de baguettes cassées.<br />
Apres arrêt de l’expérience et<br />
filtration des bacs, nous retrouvons<br />
une quinzaine de plutéi très bien<br />
développés. <strong>Le</strong> reste du milieu est<br />
composé de déchets. Figures 10 et 11 : Exemples de malformations chez les plutéi du groupe B<br />
Groupe C : Comme dans le groupe B, les larves de ce groupe présentent une certaine<br />
hétérogénéité (taille / stade de développement). Dès J6, des plutéi de grosse taille<br />
(600x500µm), arrondis et pigmentés coexistent avec des petits plutéi, en retard de<br />
développement (début de stade 4 bras), malformés ou moribonds. A J12, le taux de mortalité<br />
est d’environ 95%. Comme dans les groupes A et B, ce taux atteint 100% à J14. Là aussi,<br />
aucun plutéi entier n’est visible, ni vivant ni mort, le comptage permet seulement d’observer<br />
des résidus d’algues et de baguettes cassées. Après arrêt de l’expérience et filtration des<br />
bacs, nous retrouvons environ 5 plutéi assez bien développés, ce qui est très faible par<br />
rapport aux résultats des autres bacs. <strong>Le</strong> reste du milieu est composé de déchets.<br />
Groupe D : Assez homogène, et jusqu’à J8 les larves semblent se développer de manière<br />
normale en atteignant des tailles de 600x500µm, tout en s’arrondissant et se colorant.<br />
Cependant, dès J10, une légère hétérogénéité apparait dans le lot avec la présence de<br />
petites larves moribondes (400x300µm). A J12, nous observons environ 80% de mortalité.<br />
<strong>Le</strong>s quelques larves que nous avons pu compter sont toutes très bien développées et en<br />
pleine forme. <strong>Le</strong> reste du milieu est composé de résidus d’algues, de squelettes de plutéi<br />
complètement vides et de baguettes cassées. Au 14 ème jour, la mortalité atteint 100%. Apres<br />
arrêt de l’expérience et filtration des bacs, nous retrouvons une soixantaine de plutéi très<br />
bien développés et un nombre important (estimé à 1300) de plutéi morts encore entiers.<br />
Groupe E : L’hétérogénéité apparait dès J6 dans ce groupe, où certaines larves se<br />
développent de manière normale tandis que d’autres restent très petites. Au cours de<br />
l’élevage, l’hétérogénéité se marque de plus en plus : à J8, environ 50% des larves sont bien<br />
développées et arrondies (6 bras), le reste des larves sont certes encore vivantes, mais très<br />
petites, et peu mobiles. En moyenne, jusqu’à J10, les plutéi de ce groupe sont plus petits<br />
que ceux des autres groupes. <strong>Le</strong>s comptages à J12 montrent un taux de mortalité d’environ<br />
80% : la majorité des plutéi sont morts : très petits et vides. Lors du 14 ème jour, nous<br />
constatons 100% de mortalité. Nous observons seulement des résidus d’algues et des<br />
15
aguettes cassées. Après arrêt de l’expérience et filtration des bacs, nous retrouvons une<br />
cinquantaine de plutéi vivants mais de petite taille (400x300µm) et un nombre important<br />
(estimé à 700) de plutéi morts encore entiers.<br />
2.1.3 Discussion<br />
Dans l’ensemble des groupes, pour 12 jours d’élevage expérimental, la mortalité des<br />
larves est très élevée, variant entre environ 60 et 95% en fonction des groupes. Elle atteint<br />
100% à J14, tous groupes confondus. L’interprétation de ces taux de mortalités élevés<br />
repose sur deux points : tout d’abord les conditions d’élevage testées (bullage et<br />
renouvellement d’eau), mais aussi de nombreux autres paramètres qui ont joué de manière<br />
plus ou moins importante sur la survie des larves, rendant parfois l’interprétation de cette<br />
expérience délicate. En effet, pour tous les bacs, nous avons pu constater une forte<br />
fluctuation de la salinité. Cette fluctuation serait en relation directe avec les bullages<br />
imposés, les renouvellements d’eau pratiqués, mais aussi une évaporation due à la chaleur<br />
de la pièce (dont les fluctuations n’ont pas pu être maîtrisées). En moyenne, sur chaque<br />
période de 48 heures, la salinité des bacs du groupe C passait de 38 à 41,5PSU, tandis que<br />
celle des autres bacs passait de 38 à 39,5PSU. Toutes les 48 heures, les salinités étaient<br />
contrôlées et réajustées à 38PSU par ajout d’eau distillée. <strong>Le</strong> brassage des milieux d’élevage<br />
avant chaque échantillonnage a lui aussi pu jouer sur la mortalité des larves : stress<br />
physique des larves par choc mécanique contre les parois des bacs, déchets remis en<br />
suspension affectant temporairement la qualité du milieu. Il en est de même pour les<br />
opérations de renouvellement d’eau quotidiennes et pour les bullages fins ou classiques.<br />
Quand aux fluctuations des volumes des bacs dues aux apports quotidiens de<br />
phytoplancton, celles-ci n’ont pu avoir qu’un effet minime sur les échantillonnages, étant<br />
donné que ces variations ne dépassaient pas 1 à 2% du volume des bacs (5 à 10mℓ de<br />
phytoplancton pour 500mℓ de milieu). Autre paramètre à prendre en compte : la densité<br />
d’élevage lors de l’expérimentation (8 larves/mℓ à J0, ce qui correspond à une densité<br />
environ 4 fois plus élevée que celle pratiquée en élevage). Celle-ci a pu jouer sur la mortalité<br />
des larves, mais cette condition était nécessaire pour pouvoir avoir un nombre suffisant de<br />
larves à compter lors de nos échantillonnages sur 4mℓ. On peut aussi penser que<br />
l’alimentation proposée aux larves pendant les 14 jours d’élevage (100% Nannochloropsis)<br />
n’était pas forcément la plus adaptée, ce paramètre n’ayant pas encore fait l’objet d’une<br />
expérience.<br />
Globalement, nous pouvons constater que pour 12 jours d’élevage, le taux de<br />
mortalité le moins élevé (environ 60%) est obtenu pour le groupe A, suivi par le groupe B<br />
avec environ 70% de mortalité. <strong>Le</strong>s groupes D et E ont le même taux de mortalité : environ<br />
80%. C’est le groupe C qui a le plus fort taux de mortalité, atteignant environ 95%. Ces<br />
observations ne sont que des ‘tendances’, à cause du recoupement des barres d’erreurs<br />
entre les groupes.<br />
Au vu des résultats, il semblerait les groupes A et B se distinguent des autres<br />
groupes par leurs taux de mortalité en moyenne plus faibles que les autres groupes, à<br />
chaque jour de l’élevage expérimental. Ces deux groupes ont chacun 10% de<br />
renouvellement en eau, et aucun bullage pour le groupe A, et un bullage fin pour le groupe<br />
B. <strong>Le</strong> 10% de renouvellement en eau est un intermédiaire entre l’absence totale de<br />
renouvellement et 30% de renouvellement. De la même manière, le bullage fin est un<br />
intermédiaire entre l’absence totale de bullage et le bullage classique, plutôt fort. Ainsi, les<br />
groupes D et E, se distinguent des deux précédents par le fait qu’ils associent un bullage fin<br />
avec deux « extrêmes » du renouvellement, à savoir absence (pratiqué pour le groupe D) ou<br />
16
30% (pratiqué pour le groupe E). <strong>Le</strong> groupe C quand à lui associe un renouvellement<br />
intermédiaire avec un bullage classique. Nous pouvons émettre une première hypothèse : en<br />
début d’élevage (2 premières semaines), le bullage classique provoque une plus grande<br />
mortalité sur les larves qu’une absence de renouvellement ou qu’un fort taux de<br />
renouvellement (30%). Rappelons cependant que le premier renouvellement d’eau n’est pas<br />
réalisé avant J4 (larves trop petites par rapport à la maille du filtre), alors que le bullage est<br />
mis en route dès la fécondation.<br />
Comparons maintenant l’effet des deux autres types de bullage sur des bacs à 10%<br />
de renouvellement en eau par jour : {aucun bullage + 10% de renouvellement, groupe A} et<br />
{bullage fin + 10% de renouvellement, groupe B}. <strong>Le</strong>s résultats sont difficilement<br />
interprétables entre ces deux groupes, étant donné que les valeurs de densités obtenues (et<br />
donc de mortalité) se croisent. Par exemple, entre J3 et J8, la mortalité est la plus élevée<br />
pour les larves du groupe A, puis cette tendance s’inverse entre J10 et J12, où la mortalité<br />
est la plus élevée pour le groupe B. Nous ne pouvons pas conclure sur cette expérience.<br />
Cependant, au vu des appréciations qualitatives notées pour chaque groupe, il apparaitrait<br />
que les larves du groupe A n’ayant reçu aucun bullage, formeraient un lot assez homogène<br />
et sans malformation, avec des formes allongées et des tailles plus petites que celles des<br />
autres groupes. <strong>Le</strong>s larves du groupe B, ayant reçu un bullage fin, formerait un lot marqué<br />
d’une certaine hétérogénéité, ou de belles larves de plus grande taille, mobiles, colorées et<br />
arrondies coexisteraient avec des larves malformées voire moribondes. Soulignons aussi<br />
que les aliments sont visibles au travers des larves dès J6 pour ce groupe B, ce qui n’est pas<br />
le cas du groupe A. Nous pouvons émettre une seconde hypothèse : en début d’élevage, le<br />
bullage fin, par rapport à une absence de bullage, causerait un stress mécanique à l’origine<br />
de malformations et de ralentissements de croissance pour une partie des larves. Or, ce<br />
bullage fin autoriserait en même temps une meilleure oxygénation de l’eau, et un léger<br />
brassage, facilitant peut être l’accès des larves aux cellules algales dispersées dans le<br />
milieu.<br />
Si l’on compare à présent l’effet du renouvellement d’eau sur les bacs possédant un<br />
bullage fin, on constate que la mortalité des larves est la moins élevée (environ 70%) dans le<br />
cas suivant : {bullage fin + 10% de renouvellement, groupe B}. Cette mortalité s’élève à<br />
environ 80% dans les deux cas suivants : {bullage fin + aucun renouvellement, groupe D} et<br />
{bullage fin + 30% de renouvellement, groupe E}. Notons qu’avec les résultats obtenus, les<br />
larves issues de la filtration finale des bacs du groupe D étaient plus nombreuses (environ<br />
1300 vs 700 pour le groupe E) et en meilleure santé que celles issues des bacs du groupe E.<br />
Nous pouvons émettre une troisième hypothèse : en début d’élevage, pour des bacs<br />
d’élevage possédant un bullage fin, l’application de 10% de renouvellement en eau par jour<br />
causerait moins de mortalité qu’une absence totale ou que 30% de renouvellement.<br />
En conclusion de cette expérience, Il s’avérerait intéressant de réaliser un essai<br />
d’élevage dans les conditions suivantes :<br />
- De J0 à J4 : aucun bullage et aucun renouvellement en eau dans les bacs. Cela<br />
permettrait de limiter les stress mécaniques sur les jeunes larves fragiles (dont les<br />
deux premiers jours sont endotrophes).<br />
- De J5 à J14 : bullage fin et 10% de renouvellement en eau par jour. Cela<br />
permettrait de renouveler l’oxygène du milieu, et de permettre aux larves<br />
exotrophes un accès facilité aux cellules algales, tout en autorisant une<br />
évacuation partielle des déchets lors des renouvellements.<br />
17
2.2. Expérience 2 : qualité de l’alimentation des larves<br />
2.2.1. Matériel et méthode (cf 2.1.1.)<br />
Ici, nous avons choisi de ne tester qu’un seul paramètre : la qualité de l’alimentation via<br />
la souche de phytoplancton distribuée aux larves. <strong>Le</strong>s paramètres suivants sont alors<br />
communs à l’ensemble des bacs d’élevage : température de l’eau 22°C, salinité 38 PSU,<br />
densité initiale de 8 larves/mℓ, bullage fin (1,2mℓ/seconde) et renouvellement quotidien en<br />
eau de 10% à partir de J4. L’ajustement des deux derniers paramètres (bullage et<br />
renouvellement) a été inspiré des meilleurs résultats obtenus lors de l’expérience 1. <strong>Le</strong>s 15<br />
bacs sont répartis en 5 groupes de 3 bacs (triplicats) qui diffèrent par la souche de<br />
phytoplancton distribuée :<br />
- Groupe A : 10 5 cellules de Pavlova lutheri par larve et par jour<br />
- Groupe B : 10 5 cellules de Skeletonema costatum /larve/jour<br />
- Groupe C : 10 5 cellules de Nannochloropsis /larve/jour<br />
- Groupe D : 0,5.10 5 cellules de P. lutheri /larve/jour + 0,5.10 5 cellules de S. costatum /larve/jour<br />
- Groupe E : 0,5.10 5 cellules de P. lutheri /larve/jour + 0,5.10 5 cellules de Nannochloropsis /larve/jour<br />
L’expérience dure 10 jours. <strong>Le</strong>s larves sont nourries quotidiennement à partir de J2, avec<br />
leurs souches d’algues ou mélanges de souches respectives, les quantités étant<br />
progressivement ajustées à l’évolution des densités d’élevage dans les bacs (inspiré des<br />
travaux de GROSJEAN et al, 1998). <strong>Le</strong>s renouvellements en eau sont effectués à partir de<br />
J4, grâce à un siphon muni d’une maille de 250µm. <strong>Le</strong> contrôle de la salinité est réalisé<br />
toutes les 48h. <strong>Le</strong>s larves sont comptées et observées à J0, J1, J3, J6, J8, J10. La méthode<br />
d’échantillonnage, les observations sous loupe binoculaire et sous microscope se font de la<br />
même façon que pour l’expérience 1.<br />
2.2.2. Résultats<br />
Figure 12 : Résultats de l'expérience 2<br />
Groupe A : Durant toute la durée de l’élevage, de J3 à J10, les<br />
plutéi de ce groupe présentent des tailles et des stades de<br />
développement homogènes. A J3, ils sont mobiles, assez<br />
allongés (stade 4 bras), et des cellules algales sont visibles par<br />
transparence. Cependant, les larves sont de petite taille par<br />
rapport a celles de l’ensemble des groupes, et ce jusqu’à J8.<br />
Pendant toute la durée de l’élevage, nous n’observons ni<br />
malformation, ni larves moribondes, ni restes de baguettes<br />
cassées. Si l’on regarde les bacs d’élevage, on remarque que le<br />
Figure 13 : Plutéus à J10 issu du<br />
groupe A<br />
18
milieu est relativement coloré (vert kaki), sans dépôt au fond. L’observation microscopique<br />
du milieu montre que celui-ci reste chargé en cellules algales, malgré l’ajustement des<br />
quantités distribuées aux densités de larves existantes. A J10, nous constatons environ 95%<br />
de mortalité, les larves survivantes ayant atteint le stade 6 bras avec des tailles de<br />
700x600µm en moyenne (Figure 13). La filtration des 3x500mℓ des bacs de ce groupe<br />
permet d’observer environ 500 plutéi très bien développés, et des amas d’algues.<br />
Groupe B : Dès J3, les larves de ce groupe ont un taux de<br />
mortalité qui avoisine les 90%. <strong>Le</strong>s plutéi comptés comme<br />
vivants sont mobiles, avec des formes plutôt allongées<br />
(500x300µm en moyenne au stade 4 bras, Figure 14). Il n’y a<br />
pas de malformation apparente, et les cellules algales ingérées<br />
sont visibles par transparence. Pour les comptages au-delà de<br />
J3, nous n’observons aucun plutéi vivant, seulement des plutéi<br />
morts et entiers, et des baguettes cassées. La densité des plutéi<br />
morts est estimée à 3,7/mℓ, ils sont très peu décomposés et du<br />
même ordre de taille que les survivants. La mortalité s’élève alors à 100%, alors que pour les<br />
autres groupes, la mortalité varie environ entre 40 et 60% à ce même jour. Au microscope,<br />
nous observons beaucoup de résidus de S. costatum dans le milieu, qui est très chargé.<br />
L’observation des bacs d’élevage montre que l’eau est translucide, avec un dépôt marron<br />
important au fond. La filtration finale des bacs permet d’observer des amas d’algues, sans<br />
trace de plutéi vivant.<br />
Groupe C : De J3 à J10, les plutéi de ce groupe forment un lot très homogène. <strong>Le</strong>s larves<br />
comptées ont des tailles qui dépassent celles des autres groupes jusqu’à J8, elles sont<br />
colorées, mobiles et ne présentent pas de malformation. L’observation des bacs d’élevage<br />
montre un milieu légèrement coloré en vert, sans dépôt. Au microscope, seulement quelques<br />
cellules de Nannochloropsis sont présentes, sans saturation du milieu. A J10, la mortalité<br />
s’élève à environ 95%, les larves vivantes étant de petite taille par rapport aux larves des<br />
autres groupes le même jour (600x300µm vs 700x600µm pour A et 800x600µm pour E, les<br />
groupes B et D ayant 100% de mortalité après J3). La filtration finale des bacs permet<br />
d’observer environ 150 plutéi très bien développés (stade 6 bras), et des amas d’algues.<br />
Groupe D : Dès J3, nous notons une hétérogénéité de taille assez marquée : la moitié des<br />
larves mesurent en moyenne 400x300µm, l’autre moitié mesurant en moyenne 200x100µm.<br />
Une malformation récurrente est apparente : de nombreuses larves n’ont pas développé de<br />
baguettes squelettiques branchiales et antéro-latérales (Figure 15). A partir de J6, le taux de<br />
mortalité est de 100% alors que pour les autres groupes, la<br />
mortalité varie environ entre 40 et 60% à ce même jour. Nous<br />
observons uniquement des restes de baguettes cassées, et des<br />
plutéi morts encore entiers, très hétérogènes entre eux, petits et<br />
malformés. Au microscope, le milieu est très chargé en cellules<br />
algales. Si l’on regarde les bacs d’élevage, on remarque que le<br />
milieu est coloré en vert kaki, avec un dépôt au fond. La filtration<br />
finale des bacs permet d’observer des amas d’algues, sans trace<br />
de plutéi vivant.<br />
Figure 14 : Plutéus au stade 4<br />
bras issu du groupe B à J3<br />
Figure 15 : Exemple de plutéus<br />
malformé, pour le groupe D à J3<br />
Groupe E : Pendant toute la durée de l’élevage (J3 à J10), les larves comptées sont très<br />
homogènes entre elles. Elles atteignent le stade 4 bras à J3 et le stade 6 bras à J8/J10, avec<br />
19
des tailles à chaque fois supérieures à celles des larves des autres groupes, tous jours<br />
d’élevage confondus. Tous les plutéi comptés sont mobiles, colorés, sans malformation, et<br />
les aliments sont visibles par transparence. A la fin de l’expérience (J10), nous constatons<br />
environ 50% de mortalité. Nous n’observons ni plutéi moribonds, ni baguettes cassées. Au<br />
microscope, le milieu est propre, seules quelques cellules algales sont visibles. Dans les<br />
bacs d’élevage, le milieu est faiblement coloré en vert, avec un léger dépôt au fond. La<br />
filtration finale des bacs permet d’observer environ 2500 plutéi très bien développés, et des<br />
amas d’algues.<br />
2.2.3. Discussion<br />
Au vu des résultats de cette expérience, il semblerait y avoir trois ‘tendances’ (à cause<br />
du recoupement des barres d’erreurs entre les groupes) :<br />
- Groupe E (régime 50% P. lutheri + 50% Nannochloropsis) : lot homogène, larves de tailles<br />
normales et en bonne santé, milieu d’élevage assez propre et mortalité de 50% à J10.<br />
- Groupes A et C (régime 100% P. lutheri ou 100% Nannochloropsis) : lots homogènes, larves<br />
en bonne santé, milieu d’élevage assez propre pour le Groupe C, et relativement chargé pour<br />
le groupe A, et taux de mortalité à J10 avoisinant les 95%.<br />
- Groupes B et D (régime 100% S. costatum ou 50% S. costatum + 50% Nannochloropsis) :<br />
larves formant de groupes hétérogènes avec présence de malformations, milieux d’élevage<br />
très chargés, et taux de mortalité avoisinant les 100% au-delà de J3.<br />
Nous pouvons émettre une première hypothèse : dans des conditions d’élevage avec un<br />
bullage fin et 10% de renouvellement d’eau par jour, et pour une durée d’élevage de 10<br />
jours, le régime alimentaire 50% P. lutheri + 50% Nannochloropsis serait celui qui<br />
occasionnerait le moins de mortalité et le meilleur développement larvaire de P. lividus, par<br />
rapport aux autres régimes testés. Cela pourrait s’expliquer par l’équilibre qualitatif de ce<br />
régime, ou par la petite taille des cellules algales qu’il contient, facilitant l’ingestion par les<br />
larves. De plus, le milieu d’élevage reste de bonne qualité pendant toute la durée de<br />
l’élevage par rapport aux autres régimes : peu de résidus algaux, pas de baguettes cassées.<br />
A l’inverse, les deux régimes alimentaires contenant la souche S. costatum à 100%<br />
(Groupe B) ou à 50% (Groupe E) ont tous les deux générés des taux de mortalité<br />
anormalement élevés au-delà de J3 (100%). Nous pouvons émettre une seconde<br />
hypothèse : la souche S. costatum ne conviendrait pas aux jeunes stades larvaires (de J0 à<br />
J10). Cela pourrait s’expliquer par sa composition ou par sa taille, les cellules algales de S.<br />
costatum (5-8µm) étant en moyenne deux fois plus grosses que celle de P. lutheri (2-3µm)<br />
ou Nannochloropsis (1-2µm). Nous ne devons pas non plus écarter l’hypothèse de la<br />
présence d’un contaminant microscopique dans cette souche d’algue, qui aurait été<br />
responsable de tout ou partie de la mortalité larvaire constatée. Nous pouvons aussi<br />
remarquer que les milieux d’élevage contenant cette souche étaient chargés en résidus<br />
algaux, générant un dépôt plus ou moins important au fond des bacs, ce qui a pu contribuer<br />
de manière indirecte à la mortalité des plutéi.<br />
Pour les régimes A et C, il est intéressant de les comparer au régime E. Nous pouvons<br />
en effet constater une différence entre le fait de donner aux larves 100% d’une souche<br />
unique de phytoplancton, par rapport à un mélange à 50%-50% de 2 souches différentes.<br />
Pour les groupes A et C, dans les deux cas, la distribution d’une souche unique permet aux<br />
larves un bon développement, mais génère malgré tout un taux de mortalité de 95% environ<br />
à J10. Pour le Groupe E, la mortalité à ce même jour est estimée à 50%, tout en permettant<br />
aux larves de bien se développer, les tailles atteintes étant en moyenne plus élevées pour le<br />
ce régime varié, par rapport aux régimes A et C. Nous pouvons émettre une troisième<br />
20
hypothèse : par rapport à deux régimes « uniques » ayant déjà obtenus des résultats<br />
satisfaisants sur la croissance des larves et sur leur taux de mortalité, la conception d’un<br />
régime plus varié, reposant sur le mélange des deux régimes précédents, permettrait<br />
d’abaisser de manière significative le taux de mortalité, et permettrait aux larves d’atteindre<br />
des stades de développement identiques, mais avec des tailles relativement plus grandes<br />
que dans les cas des deux régimes « uniques ». Notons que cette troisième hypothèse<br />
repose sur l’exemple unique de notre expérience, et il serait intéressant de la confirmer ou<br />
de l’infirmer en réalisant des tests utilisant d’autres souches d’algues. Nous pourrions<br />
proposer par exemple : [100% Tetraselmis, 100% P. lutheri, et 50% Tetraselmis + 50% P. lutheri],<br />
ou [100% Porphyridium, 100% P. lutheri, et 50% Porphyridium + 50% P. lutheri]…<br />
En conclusion de cette expérience, il semblerait que le régime du Groupe E soit le<br />
plus adapté aux larves de P. lividus, pour les 10 premiers jours d’élevage, sous des<br />
conditions de bullage fin et de renouvellement d’eau léger (10%/jour). Bien entendu, cette<br />
hypothèse serait à vérifier en analysant les résultats d’un nouveau test réalisé dans les<br />
mêmes conditions. Pour la souche S. costatum, son effet sur le développement larvaire et la<br />
mortalité pourrait faire l’objet d’un nouveau test afin de pouvoir éventuellement écarter<br />
l’hypothèse d’un contaminant propre à la souche (partir d’une nouvelle souche). Comme<br />
proposé plus haut, nous pourrions aussi élargir l’expérimentation à d’autres souches de<br />
phytoplancton, afin de vérifier la troisième hypothèse sur le régime dit « varié ».<br />
2.3 Expérience 3 : bullage, renouvellement d’eau et qualité de l’alimentation<br />
des larves<br />
2.3.1 Matériel et méthode (cf 2.1.1.)<br />
Tableau 1 : Détails des caractéristiques des groupes étudiés lors de l’expérience 3<br />
Alimentation des larves<br />
Type de<br />
bullage<br />
Taux de renouvellement<br />
en eau par jour<br />
Groupe 1<br />
0,5.10 5 cellules de P. lutheri /larve/jour<br />
+ 0,5.10 5 cellules de Nannochloropsis /larve/jour<br />
aucun 5%<br />
Groupe 2 10 5 cellules de P. lutheri /larve/jour aucun 5%<br />
Groupe 3<br />
0,5.10 5 cellules de P. lutheri /larve/jour<br />
+ 0,5.10 5 cellules de Nannochloropsis /larve/jour<br />
aucun 15%<br />
Groupe 4 10 5 cellules de P. lutheri /larve/jour aucun 15%<br />
Groupe 5<br />
0,5.10 5 cellules de P. lutheri /larve/jour<br />
+ 0,5.10 5 cellules de Nannochloropsis /larve/jour<br />
fin 5%<br />
Groupe 6 10 5 cellules de P. lutheri /larve/jour fin 5%<br />
Groupe 7<br />
0,5.10 5 cellules de P. lutheri /larve/jour<br />
+ 0,5.10 5 cellules de Nannochloropsis /larve/jour<br />
fin 15%<br />
Groupe 8 10 5 cellules de P. lutheri /larve/jour fin 15%<br />
Cette expérience cherche à confirmer ou infirmer les hypothèses émises lors des<br />
essais précédents, par la réalisation d’un plan factoriel de 3 facteurs à 2 niveaux. <strong>Le</strong>s<br />
paramètres suivants sont communs à l’ensemble des bacs d’élevage : température de l’eau<br />
22°C, salinité 38 PSU, et densité initiale de 8 larves/mℓ. Ici, 16 bacs sont répartis en 8 groupes<br />
de 2 bacs (Tableau 1). L’expérience dure 10 jours. <strong>Le</strong>s larves sont nourries quotidiennement<br />
à partir de J2. <strong>Le</strong>s renouvellements en eau sont effectués à partir de J4 et un contrôle de la<br />
salinité est réalisé toutes les 48h. <strong>Le</strong>s larves sont comptées et observées à J0, J3, J6, J8,<br />
J10. La méthode d’échantillonnage, les observations sous loupe binoculaire et sous<br />
microscope se font de la même façon que pour les expériences 1 et 2.<br />
21
2.3.2 Résultats<br />
Groupe 1 : Nous observons environ 80% de mortalité à J10. Dans l’ensemble, les larves<br />
forment un lot homogène : mêmes tailles et stades de développement à chaque comptage.<br />
<strong>Le</strong>s plutéi observés au cours des 10 jours d’élevage ne présentent aucune malformation<br />
apparente et semblent avoir un développement normal (stade 4 bras puis début de 6 bras,<br />
mobilité, pigmentation, bonne morphologie interne). La croissance semble régulière : de<br />
500x300µm à J3, on passe progressivement à 600x300µm à J8, puis à 700x400µm à J10.<br />
De J0 à J6, le milieu reste très propre avec peu de cellules algales résiduelles, puis de J6 à<br />
J10 nous remarquons la formation de petits amas d’algues. Jusqu’à J8, il y a absence totale<br />
de baguettes cassées et de plutéi moribonds dans le milieu. A J10, on constate la présence<br />
de copépodes et de ciliés dans le milieu. La filtration des 2x500mℓ des bacs de ce groupe<br />
permet d’observer environ 200 plutéi très bien développés, et des amas d’algues.<br />
Figure 16 : Résultats de l'expérience 3<br />
Groupe 2 : Au bout de 10 jours d’élevage, nous observons environ 100% de mortalité. <strong>Le</strong> lot<br />
présente une hétérogénéité qui s’accentue surtout dès J8, où des larves de 400x200µm<br />
coexistent avec des larves de 700x400µm. <strong>Le</strong>s larves survivantes sont normales et tendent à<br />
s’arrondir. <strong>Le</strong> milieu d’élevage est chargé en résidus algaux dès J3, avec quelques<br />
baguettes cassées et la présence de nombreux plutéi moribonds. A J10, on constate la<br />
présence de copépodes et de ciliés. La filtration finale permet d’observer environ 20 plutéi et<br />
des amas d’algues.<br />
Groupe 3 : La mortalité est d’environ 100% à J10. Jusqu’à J6, le milieu reste propre avec<br />
des larves à 4 bras formant un lot homogène avec une croissance normale. A J6, nous<br />
constatons une hétérogénéité en taille (500x300µm vs 300x200µm). Au-delà de J6, le milieu<br />
devient de plus en plus chargé en algues, avec quelques baguettes cassées et quelques<br />
plutéi moribonds. A J10, on constate la présence de copépodes et de ciliés. La filtration<br />
finale des bacs permet d’observer environ 20 plutéi et des amas d’algues.<br />
Groupe 4 : La mortalité est d’environ 100% à J10. <strong>Le</strong> lot de larves<br />
est hétérogène, certaines sont très petites (300x200µm à J6) et peu<br />
développées. <strong>Le</strong> taux de croissance est faible par rapport aux larves<br />
des autres groupes. Nous observons de nombreux plutéi moribonds<br />
à J3. <strong>Le</strong> milieu d’élevage est sale dès J3 (cellules algales,<br />
baguettes…). La filtration finale ne permet d’observer que des amas<br />
d’algues (Figure 17).<br />
Figure 17 : Amas d'algues<br />
observés sous loupe<br />
binoculaire<br />
22
Groupe 5 : La mortalité est d’environ 100% à J10. Dès J3 le lot est<br />
hétérogène en tailles (400x200µm vs 300x100µm). <strong>Le</strong>s plutéi<br />
survivants sont peu mobiles. La croissance est faible, atteignant<br />
400x300µm pour J6. <strong>Le</strong> milieu est très riche en cellules algales<br />
(Figure 18) et se charge progressivement en baguettes cassées. La<br />
filtration finale des bacs ne permet d’observer que des amas<br />
d’algues.<br />
Groupe 6 : La mortalité est d’environ 100% à J6. <strong>Le</strong> lot est hétérogène (à J3 500x300µm vs<br />
300x200). <strong>Le</strong> milieu est peu chargé : quelques cellules algales mais pas de baguettes, ni de<br />
moribonds. La filtration finale des bacs ne permet d’observer que des amas d’algues.<br />
Groupe 7 : La mortalité est d’environ 100% à J8. <strong>Le</strong> lot semble homogène, les plutéi<br />
observés présentent des tailles et un développement normal. <strong>Le</strong> milieu est clair, avec peu<br />
d’algues, et une absence de moribonds. La filtration finale des bacs permet d’observer<br />
environ 20 plutéi vivants, 20 moribonds et de nombreux amas d’algues.<br />
Groupe 8 : La mortalité est d’environ 100% à J6. <strong>Le</strong>s larves comptées à J3 se développent<br />
normalement (stade 4 bras) mais paraissent plus petites que celles des autres groupes<br />
(400x300µm à J3). <strong>Le</strong> milieu est peu chargé : quelques cellules algales mais pas de<br />
baguettes, ni de moribonds. La filtration finale ne permet d’observer que des amas d’algues.<br />
2.3.3 Discussion<br />
<strong>Le</strong>s résultats obtenus montrent seulement des grandes tendances, la fiabilité étant<br />
faible par manque de répliquas (seulement 2 bacs par groupe).<br />
<strong>Le</strong> groupe 1 se distingue nettement des autres groupes de par son taux de mortalité<br />
de 80% à J10 et la qualité de ses larves (homogénéité, croissance et développement). <strong>Le</strong>s<br />
groupes 2, 3, 4, 5 atteignent 100% de mortalité à J10. <strong>Le</strong> groupe 7 atteint 100% de mortalité<br />
dès J8, puis les groupes 6 et 8 atteignent 100% de mortalité dès J6. Nous pouvons émettre<br />
l’hypothèse que les conditions d’élevage du groupe 1 sont celles qui causent le moins de<br />
mortalité chez les larves entre 0 et 10 jours d’élevage, à savoir : régime {50% Pavlova lutheri<br />
+ 50% Nannochloropsis}, aucun bullage et renouvellement d’eau de 5% par jour. Nous<br />
pouvons difficilement conclure sur les résultats des autres groupes, les différences obtenues<br />
étant très peu marquées, ce qui ne nous donne pas d’informations concrètes sur les<br />
interactions possibles entre les 3 paramètres testés.<br />
Comme pour les expériences précédentes, nous devons prendre en compte certains<br />
paramètres qui ont pu affecter de manière plus ou moins importante les résultats obtenus au<br />
sein de chaque groupe : densités d’élevage imposées (8 larves/mℓ), fluctuations de<br />
température et de salinité, opérations de renouvellement d’eau, brassage des bacs pour<br />
homogénéisation avant prélèvements, présence de copépodes/ciliés en fin d’élevage pour<br />
certains bacs… De plus, la distribution du phytoplancton a pu causer des stress d’intensités<br />
différentes entres les bacs. En effet, de par sa facilité de culture, Nannochloropsis a toujours<br />
été disponible à des concentrations élevées. Ainsi, les volumes à ajouter aux bacs<br />
concernés étaient très faibles. Au contraire, la souche Pavlova lutheri n’atteint jamais des<br />
concentrations aussi élevées Nannochloropsis, ce qui a impliqué la distribution de plus<br />
grands volumes :<br />
- Régime {100% P. lutheri}: 200mℓ /jour<br />
Figure 18 : Milieu chargé en<br />
cellules algales et autres déchets<br />
sous microscope<br />
- Régime {50% P. lutheri + 50% Nannochloropsis}: 100mℓ/jour P. lutheri et 5mℓ/jour Nannochloropsis<br />
23
Ces fluctuations de volumes se sont ajoutées aux fluctuations des volumes issus des<br />
renouvellements d’eau quotidiens, qui ont dû être compensés par des retraits d’eau lors des<br />
prélèvements avant comptage afin que tous les bacs soient à 500mℓ précisément. Ainsi, les<br />
fluctuations journalières de volumes les plus importantes ont été obtenues pour les groupes<br />
4 et 8 (∆V = 200 + 75 = 275mℓ/jour) et les moins importantes pour les groupes 1 et 5 (∆V =<br />
100 + 5 + 25 = 130mℓ/jour). Rappelons aussi que le phytoplancton distribué possède une<br />
salinité qui avoisine les 30 à 32%0, ce qui abaisse rapidement la salinité des bacs au<br />
moment de la distribution des algues. De plus, le phytoplancton apporté contient des milieux<br />
de culture (Milieu de Conway et vitamines) qui ne sont pas forcément favorables au bon<br />
développement des plutéi.<br />
En conclusion, les résultats de cette expérience ne contredisent pas les résultats<br />
obtenus pour l’expérience 1 et l’expérience 2. En effet, en début d’élevage larvaire, il<br />
semblerait préférable de minimiser les perturbations physiques du milieu comme le bullage<br />
ou le renouvellement en eau, les meilleurs résultats étant obtenus avec le groupe 1 qui ne<br />
possède aucun bullage et qui applique seulement un renouvellement léger en eau de<br />
5%/jour. Concernant l’alimentation, le régime {P. lutheri + Nannochloropsis} conviendrait le<br />
mieux aux larves par rapport au régime {P. lutheri}, comme l’avait montré l’expérience 2.<br />
3. Mise en élevage des œufs<br />
Figure 19 : Schéma récapitulatif du système d’élevage expérimental de P. lividus<br />
L’élevage des œufs, tout comme l’élevage des juvéniles se réalise sous les serres du<br />
laboratoire (400m 2 ), à l’intérieur d’une salle écloserie-nurserie (20m 2 ) parfaitement isolée.<br />
24
Pour la mise en élevage des œufs (Figure 19), nous utilisons six bassins cylindro-coniques<br />
(2x400ℓ + 4x80ℓ), remplis d’eau de mer (Figures 20 et 21). Avant d’arriver dans ces six<br />
bassins d’élevage larvaire, l’eau de mer, en provenance de la lagune localisée à coté du<br />
laboratoire, subit différents traitements. Une pompe amène l’eau de la lagune jusqu’au<br />
bassin de décantation de 20m 3 . Après décantation, l’eau est filtrée sur filtre à sable et filtre<br />
biologique (dénitrification) puis est ensuite dirigée vers un bac de charge de 2m 3 . L’eau issue<br />
du bac de charge est de nouveau pompée pour être dirigée sur un filtre à cartouche 30µm,<br />
pour arriver dans un bassin tampon de 100ℓ, propre à l’élevage larvaire (l’élevage des<br />
juvéniles possède lui aussi son propre bassin tampon).<br />
Ce système de<br />
traitement de l’eau<br />
ressemble à celui des<br />
systèmes piscicoles<br />
actuels. Il a été construit à<br />
partir de matériel neuf pour<br />
la majeure partie, et pour le<br />
reste, de matériel ayant<br />
déjà servi pour d’autres projets. Figures 20 et 21 : Bacs d’élevage larvaire, de gauche à droite : 2x400ℓ puis 4x80ℓ<br />
C’est à partir du bassin tampon que sont surveillés les paramètres d’élevage :<br />
température, salinité (pH, O2)… La salinité est réglée immédiatement par un ajout d’eau<br />
douce. La température du milieu, tout comme la salinité, jouent un rôle important dans la<br />
durée du cycle larvaire, comme le décrit Mc Edward (1985). Une salinité mal réglée peut<br />
créer un stress osmotique chez les larves, affectant leur développement (thèse de Cowart,<br />
2008). L’eau est maintenue à une température de 19°C ± 1°C (température optimale de<br />
croissance pour l’espèce). <strong>Le</strong>s bassins cylindro-coniques sont initialement remplis avec l’eau<br />
épurée provenant du bassin tampon, 24h avant l’introduction des œufs. Un système de<br />
bullage avec de l’air filtré aère l’eau et permet une homogénéisation du milieu (circulation<br />
des larves). Au cours de l’élevage, l’eau est ensuite renouvelée partiellement dans ces<br />
bassins, à hauteur de 5 à 10% par jour. <strong>Le</strong>s bassins d’élevages larvaires seront conservés<br />
tout du long de la croissance des larves, jusqu’à la métamorphose.<br />
<strong>Le</strong>s travaux de Grosjean et al. (1998), précisent qu’une densité de 250 embryons/ℓ est<br />
envisageable dans des bassins d’élevage larvaire sans renouvellement d’eau. <strong>Le</strong> nombre<br />
total de larves étant trop faible par rapport aux besoins de notre projet, nous avons opté pour<br />
un renouvellement partiel de l’eau d’élevage, à hauteur de 5 à 10%, afin d’augmenter les<br />
rendements. Ce renouvellement nous autorise alors à augmenter les densités d’élevage à<br />
2,5 œufs/mℓ (Fenaux L., Cellario C. & M. Etienne, 1985), soit un total d’environ 3 000 000<br />
œufs en début d’élevage. Ce chiffre, supérieur au nombre d’oursins voulus pour le<br />
repeuplement, correspond à une marge assez large pour prendre en compte la mortalité.<br />
Nous avons fait le choix de 5 à 10% de renouvellement en eau pour deux raisons : d’une<br />
part, les larves restent dans une eau dont les paramètres sont quasi-constants, ce qui limite<br />
le stress et donc les pertes. D’autre part, le phytoplancton apporté aux algues n’est pas<br />
éliminé par le filtre à cartouche, il reste dans le milieu et est disponible pour les larves. Bien<br />
entendu, de nombreuses précautions doivent être prises pour maintenir la qualité du milieu :<br />
bullage d’air suffisant et apport en nourriture calculé, afin de limiter les excès et la<br />
« pollution » des bacs. La salinité est abaissée à 36,5PSU en début d’élevage pour compenser<br />
l’évaporation au cours du temps (salinité finale de 38PSU). La salle d’élevage est<br />
correctement aérée, et sa température est maintenue à 19°C ± 1°C (salle au sous-sol +<br />
25
climatisation). Une photopériode de 24h est assurée par des tubes Sylvania Grolux (pouvant<br />
être munis d’un programmateur). Selon une étude de Grosjean et al, (1998), la photopériode<br />
n’a pas d’incidence dans le développement larvaire, c’est donc pour des raisons pratiques<br />
que nous avons choisi de laisser la salle d’élevage éclairée en continu (+ lumière pour le<br />
phytoplancton distribué dans les bacs).<br />
3.1. Alimentation des larves<br />
<strong>Le</strong> nourrissage des larves se fait avec des microalgues dès l’apparition des plutéi, au<br />
bout de 24h à 48h après la fécondation (Rassoulzadegan & Fenaux, 1979). <strong>Le</strong> mélange<br />
équilibré {50% P. lutheri + 50% Nannochloropsis} est le régime qui correspond le mieux aux<br />
larves (issu des résultats de l’expérience 2). Tous les deux jours, les quantités nécessaires<br />
de P. lutheri et Nannochloropsis à introduire dans les bacs sont calculées en fonction des<br />
quantités restantes non ingurgitées, et en fonction de l’évolution des densités larvaires, avec<br />
toujours la même référence de 10 5 cellules/larve/jour. Il permet aux plutéi d’atteindre la<br />
métamorphose autour du 25 ème jour (passage de la phase pélagique à la phase benthique).<br />
3.2. Elevage des juvéniles<br />
Quelques jours avant la métamorphose, nous apportons aux larves des facteurs<br />
stimulants : algue Corallina elongata, fortement incrustée de calcaire et qui stimule le<br />
métabolisme calcique des larves. Cet apport est mentionné dans les travaux de Harrold et al.<br />
(1991), auxquels nous nous sommes référés. Une surveillance quotidienne des larves au<br />
microscope permet de déceler le moment optimal pour les transférer dans les structures de<br />
prégrossissement (toboggans avec tamis).<br />
Lorsque environ 80% des larves sont compétentes, nous<br />
les transvasons dans des tamis (40x40x15cm et fond en soie de<br />
250µm), eux-mêmes placés dans un système de bacs en<br />
toboggans (215x40x15cm, capacité totale = 258ℓ). <strong>Le</strong>s densités<br />
appliquées sont de 6,5.10 4 juvéniles par mètre carré de tamis<br />
(Grosjean et al, 1998). Au total, trois toboggans (Figure 22)<br />
placés les uns au dessus des autres reçoivent chacun quatre<br />
tamis de 16 000 larves environ. <strong>Le</strong>s tamis sont surélevés de<br />
1,5cm par rapport au fond incliné des toboggans pour que l’eau<br />
circulante puisse évacuer matières fécales et métabolites.<br />
La métamorphose est une phase délicate. A partir de cette étape, nous ne<br />
nourrissons pas les juvéniles jusqu’au 6 ème jour. Cette phase d’endotrophie décrite par<br />
Gosselin et Jangoux (1998) correspond à une phase de réorganisation du tractus digestif où<br />
la bouche et l’anus du futur juvénile terminent de se former. Au 7 ème Figure 22 : Toboggans expérimentaux<br />
jour, nous commençons<br />
à ré-apporter des aliments sous forme de lit/tapis homogène. Grammarus Locusta, un<br />
arthropode détritivore, est aussi introduit dans un but d’élimination des matières en<br />
suspension issues de la décomposition des algues (Grosjean et al., 1998).<br />
Lorsque les post-larves excèdent 2mm, nous devons les transférer dans des tamis de<br />
maille 500 microns. Lorsqu’elles excèdent 5mm, un tamis de 1mm doit être utilisé.<br />
<strong>Le</strong>s toboggans reçoivent de l’eau filtrée (en système de dérivation), ayant subit le<br />
même traitement que celui décrit dans le paragraphe « 1.2.3. Mise en élevage des œufs ».<br />
Seule différence : après traitements préliminaires, l’eau est récupérée dans un bassin<br />
tampon de 100ℓ, propre à l’élevage des juvéniles. Là aussi, les paramètres de l’eau<br />
(température, pH, salinité) sont surveillés et éventuellement réajustés (ajout d’eau douce,<br />
chauffage ou refroidissement si besoin). L’eau issue du bassin tampon passe ensuite dans<br />
26
un filtre à sable, puis un filtre à cartouche 30µm. Elle arrive enfin dans un bassin réservoir de<br />
100ℓ. <strong>Le</strong>s trois toboggans sont alimentés en eau à partir de ce bassin réservoir. L’eau qui<br />
sort des toboggans est recyclée. Elle est d’abord pompée, puis passe par le filtre à sable et<br />
le filtre à cartouche de l’écloserie, avant de retomber dans le bassin réservoir. <strong>Le</strong> débit de la<br />
pompe centrifuge varie de 5 à 10m 3 /h (ajusté selon la taille des oursins). La circulation d’eau<br />
se fait alors en circuit semi-fermé (renouvelée à 150%/jour).<br />
Trois régimes alimentaires préparés au laboratoire et ont été testés (Figure 23) :<br />
- Régime 1 : Ulva (Enteromorpha) Linza mixée finement. Dosage : 15g par jour pour le lot L1.<br />
- Régime 2 : Pâte « Spiruline (1g) + Agar-agar (6g) ». Dosage : une pâte par jour pour le lot L2.<br />
- Régime 3 : Pâte « Spiruline (0,5g) + Ulva (Enteromorpha) Linza mixée finement (7g) + Agar-agar (6g)».<br />
Dosage : une pâte par jour pour le lot L3.<br />
L’Ulve est ramassée au bord de l’eau et immédiatement mixée.<br />
Elle est un des régimes classiques utilisés par Grosjean et al. en<br />
1998. L’idée de l’utilisation de la Spiruline est inspirée de tests<br />
alimentaires sur les Artémia salina issus des travaux de Persoone<br />
(1998). Dans cet ouvrage, de très bon résultats sont obtenus avec<br />
la Spiruline, particulièrement riche en protéines végétales (55 à<br />
70% de son poids) et qui possède une teneur exceptionnelle en<br />
acides aminés essentiels, B-carotène, vitamine B12, et vitamine E.<br />
La Spiruline est concentrée sur un tamis fin avant d’être utilisée<br />
comme base alimentaire. Ces aliments ont été proposés à 3 lots de juvéniles dès leur<br />
premier repas post métamorphose.<br />
Malheureusement, aucun résultat n’a pu être tiré de ce test alimentaire. Il a été très<br />
difficile d’évaluer l’évolution des densités de juvéniles au cours du temps, la méthode de<br />
prélèvement ayant consisté en un raclage (par siphon) d’une petite surface du tamis prise au<br />
hasard. Avec cette technique, une semaine après le passage des larves en tamis, seulement<br />
très peu de juvéniles ont pu être observés malgré l’augmentation de la surface de<br />
prélèvement. Face à cette constatation, nous avons choisi de prendre un tamis au hasard<br />
parmi les 12 dont nous disposions et de réaliser une vidange totale dans un bécher, puis une<br />
observation sous loupe binoculaire. Résultats : seuls 5 juvéniles parfaitement en forme ont<br />
été observés, le reste du milieu contenait des copépodes, des hydroméduses et des résidus<br />
de macroalgues. Rappelons qu’initialement, chaque tamis a reçu environ 16 000 larves à 30<br />
jours : il semblerait qu’en l’espace d’une semaine, les juvéniles placés dans les tamis soient<br />
quasiment tous morts pour des raisons non identifiées.<br />
Figure 23 : De gauche à droite,<br />
Régime 2, Régime 1 et Régime 3<br />
3.3. Suivi de l’élevage<br />
<strong>Le</strong> suivi se fait quotidiennement. Nous estimons que 50%<br />
des larves survivent à la métamorphose et que seulement 25%<br />
atteignent la phase juvénile (Figure 24) (essais réalisés dans<br />
notre laboratoire, complétés par les essais réalisés par<br />
Grosjean et al. en 1998). Pour minimiser cette mortalité, il est<br />
important d’apporter aux oursins des conditions de milieu<br />
stables. Nous suivons alors certains paramètres<br />
quotidiennement dans les bacs : salinité, température, (pH et<br />
O2), ainsi que :<br />
Figure 24 : Juvénile de P. lividus à<br />
25 jours<br />
- débit d’eau approprié aux structures d’élevage (oxygénation et élimination des déchets solides)<br />
- renouvellement d’eau fixé suffisant permettant de minimiser l’accumulation de pollution<br />
27
- adaptation des densités en fonction des différents stades de l’élevage<br />
- surface du sol des toboggans adaptée pour que les juvéniles puissent évoluer/brouter sans gêne<br />
- distribution ab libitum d’aliments appropriés aux stades de l’élevage afin de permettre une<br />
croissance somatique optimale<br />
3.4. Difficultés rencontrées lors de l’élevage des larves<br />
Tableau 2 : Bilan des élevages effectués dans l’écloserie/nurserie<br />
Essai 1 Essai 2 Essai 3 Essai 4<br />
Date fécondation 15/05/09 16/06/09 03/07/09 29/07/09<br />
Origine géniteurs Rix-cauvelle Cap Sicié Cap Sicié Aquarium test<br />
Densité<br />
d’élevage<br />
Alimentation<br />
2000 larves/ℓ<br />
dans 4 bacs de 80ℓ<br />
(B1, B2, B3, B4),<br />
soit environ<br />
640 000 larves<br />
B1 et B2 :<br />
100% P. lutheri<br />
B3 et B4 : 50% P. lutheri<br />
+ 50% Nannochloropsis<br />
2500 larves/ℓ<br />
dans 4 bacs de 80ℓ<br />
(B1, B2, B3, B4)<br />
+ 2 bacs de 400ℓ<br />
(B5 et B6),<br />
soit environ<br />
2 800 000 larves<br />
50% P. lutheri + 50%<br />
Nannochloropsis<br />
2500 larves/ℓ<br />
dans 4 bacs de 80ℓ<br />
(B1, B2, B3, B4)<br />
+ 2 bacs de 400ℓ<br />
(B5 et B6),<br />
soit environ<br />
2 800 000 larves<br />
50% P. lutheri + 50%<br />
Nannochloropsis<br />
500 larves/ℓ<br />
dans 4 bacs de 80ℓ<br />
(B1, B2, B3, B4)<br />
+ 2 bacs de 400ℓ<br />
(B5 et B6),<br />
soit environ<br />
500 000 larves<br />
100% Nannochloropsis<br />
(car problème de<br />
contamination sur P. lutheri)<br />
Bullage Fin (0,5ℓ/min) Fin (0,5ℓ/min) Fin (0,5ℓ/min) Fin (0,5ℓ/min)<br />
Renouvellement<br />
d’eau<br />
Remarques<br />
5 à 10% à partir de J4 5 à 10% à partir de J4 5 à 10% à partir de J7 5 à 10% à partir de J7<br />
Métamorphose prise<br />
trop tard le 10/06/09,<br />
passage des larves<br />
restantes (non fixées<br />
aux parois) dans les<br />
toboggans. Abandon de<br />
l’élevage le 01/07/09 car<br />
100% de mortalité<br />
B1, B2, B3, B4, B5 :<br />
95% de mortalité à J15.<br />
B6 :<br />
50% de mortalité à J25,<br />
passage de 11x18 000<br />
larves en toboggans et 80<br />
000 larves en pochons pour<br />
opérations de lâchers.<br />
A J35, 100% de mortalité<br />
dans les toboggans.<br />
B1, B3, B4 :<br />
95% de mortalité à J15.<br />
B2 :<br />
75% de mortalité à J15.<br />
B5 et B6 :<br />
50% de mortalité à J15.<br />
A J18, 100% de mortalité<br />
dans tous les bacs<br />
(copépodes).<br />
B1, B2, B3, B4, B5, B6 :<br />
90% de mortalité à J15<br />
A J25, passage des 4 000<br />
larves restantes en pochons<br />
en vue d’une nouvelle<br />
opération de lâché.<br />
3.4.1. Gestion des volumes/dates de repiquages du phytoplancton en gaines<br />
La gestion des dates de repiquages des souches d’algues en gaines de 150ℓ, ainsi<br />
que la gestion de leurs volumes (via le nombre de gaines) est essentielle à l’élevage. Un des<br />
pièges étant que la demande en algues des larves soit supérieure aux volumes concentrés<br />
disponibles. Il est alors indispensable d’anticiper les besoins, le facteur limitant le plus<br />
important étant le ∆t que les souches algales nécessitent pour devenir suffisamment<br />
concentrées. Une solution a été de travailler avec 4 gaines de P. lutheri et 2 gaines de<br />
Nannochloropsis, la salle de culture pour le phytoplancton ne pouvant accueillir que 6<br />
gaines. D’une part, P. lutheri met en moyenne 50% de plus de temps à se concentrer que<br />
Nannochloropsis (environ 10 jours vs 6 jours), et d’autre part, les besoins en volumes de P.<br />
lutheri sont trois fois plus élevés que ceux de Nannochloropsis, car elle se concentre moins<br />
facilement. Ce travail repose essentiellement sur le repiquage et l’entretien des souches en<br />
flacons de 1ℓ (dans la salle d’entretien du phytoplancton), qui nécessite de la même façon<br />
une organisation rigoureuse.<br />
3.4.2. Obtention des géniteurs sauvages<br />
Chaque jour où nous souhaitions réaliser une fécondation, il fallait prélever dans le milieu<br />
naturel une quinzaine de géniteurs sauvages d’oursins de plus de 5cm de diamètre (piquants<br />
28
non compris). Pour des raisons de facilité, la majorité des prélèvements a été effectuée sur<br />
le site Rix-cauvelle, le plus proche du laboratoire. Malheureusement, il est arrivé plusieurs<br />
fois des situations qui n’ont pas permis de faire la fécondation : lot entièrement femelle, lot<br />
avec femelles matures et males non matures… Afin de corriger cela, nous avons parfois du<br />
aller chercher des géniteurs sur d’autres sites comme le Cap Sicié, où nous avions observé<br />
des IC/IG satisfaisants lors des comptages. Cependant, cela n’a pas été sans conséquence<br />
sur la qualité des larves obtenues.<br />
3.4.3. Estimation des densités larvaires<br />
Grâce à un siphon, nous prélevons 1ℓ du bac d’élevage à analyser que nous versons<br />
dans une éprouvette. <strong>Le</strong> contenu de l’éprouvette est concentré dix fois grâce à un second<br />
système de siphon (tuyau équipé d’un tamis de 40 microns, qui laisse passer l’eau, et non<br />
les larves). <strong>Le</strong> volume de l’éprouvette passe de 1ℓ à 100mℓ. Il suffit alors de déposer ces<br />
100mℓ dans 4 boites de pétri pour évaluer sous loupe binoculaire le nombre de plutéi<br />
présents dans 1ℓ d’eau. L’obtention d’une valeur approximative des densités d’élevage dans<br />
les bacs larvaires permet d’optimiser les rations d’algues à ajouter chaque jour.<br />
3.4.4. Mortalité pré-métamorphose<br />
Une mortalité élevée, avoisinant les 80% pré-métamorphose a été constatée lors du<br />
premier élevage larvaire mené dans l’écloserie. Si certains paramètres ont pu faire l’objet<br />
d’un contrôle à 100% fiable (comme le bullage, le renouvellement d’eau, le phytoplancton<br />
distribué…), d’autres peuvent être mis en cause. Par exemple, après 10 jours d’élevage, un<br />
changement de salinomètre a du être effectué, révélant à ce moment que le salinomètre<br />
utilisé auparavant était défectueux et donnait par moment une salinité de trois points et demi<br />
supérieure à celle réellement constatée. En effet, souhaitant maintenir une salinité de<br />
36,5PSU dans les bacs, la salinité réelle était en fait de 33PSU. Progressivement, nous avons<br />
tenté de rétablir cette salinité, afin de préparer les larves compétentes à passer dans les<br />
structures toboggans (dont la salinité est maintenue à 38PSU). Selon <strong>Le</strong> Gall et al. (1989), une<br />
salinité basse proche de 30PSU en début d’élevage larvaire n’est pas gênante. Par contre,<br />
nous pouvons penser que des fluctuations quotidiennes de salinité dues à un<br />
dysfonctionnement temporaire du salinomètre utilisé a pu être à l’origine d’un stress<br />
osmotique chez les larves.<br />
Autre paramètre à prendre en compte : la présence marquée de copépodes dans les<br />
bacs d’élevage, en nombre largement supérieur au nombre de larves de P. lividus présentes.<br />
Ces copépodes sont issus de l’eau d’élevage distribuée dans les bacs. Il est possible qu’ils<br />
soient arrivés sous forme d’œufs, passant à traves le filtre à sable et le filtre à cartouche<br />
pour se développer ensuite dans les bacs d’élevage. Cette hypothèse tient du fait qu’entre<br />
les différents bacs, les copépodes ont atteint des densités et des stades de développement<br />
quasi identiques au même moment. Il est possible que ces copépodes soient entrés en<br />
compétition alimentaire avec les larves d’oursins, les quantités de phytoplancton distribuées<br />
aux larves étant calculées au plus juste, en fonction de leurs densités (pour limiter l’excès, la<br />
pollution de bacs).<br />
Lors du second élevage (Tableau 2), une mortalité anormale de 95% environ est<br />
apparue dans les 4 bacs de 80ℓ (B1, B2, B3, B4) et dans le bac B5 de 400ℓ au cours du<br />
15 ème jour d’élevage. Au même moment, le dernier bac de 400ℓ (B6) ne présentait seulement<br />
que 50% de mortalité. <strong>Le</strong>s quelques larves survivantes des bacs B1, B2, B3, B4, B5<br />
présentaient de nombreuses malformations (Figure 25), alors que les larves du bac B6<br />
étaient toutes parfaitement bien formées (Figure 26). <strong>Le</strong>s paramètres d’élevage étant<br />
29
parfaitement identiques entres les deux lots de bacs, la raison d’une telle mortalité reste<br />
difficile à identifier. L’hypothèse d’une pollution chimique propre à certains bacs et aux<br />
matériaux utilisés n’est pas à exclure. En effet, au total les 6 bacs utilisés diffèrent les uns<br />
des autres, et ont subis quelques réparations/aménagements utilisant : PVC, plastiques non<br />
alimentaires, colle néoprène, silicone acétique… Autre hypothèse : la différence<br />
« biologique » entre les larves des deux lots. Deux couples différents de géniteurs ont étés<br />
utilisés, un couple pour les bacs de 80ℓ et un autre pour les bacs de 400ℓ, ce qui laisserait<br />
penser ferait que les larves issues d’un des deux couples étaient naturellement non viables.<br />
Notons que les deux couples utilisés proviennent tous les deux du site Cap Sicié (à quelques<br />
mètres de l’émissaire de la station d’épuration).<br />
Figure 25 : Exemples de malformations observées à J16 Figure 26 : Un plutéus à J16 parfaitement formé<br />
Lors du troisième élevage, là aussi une mortalité anormale est apparue autour de J15,<br />
avec des observations quasi similaires à l’élevage précédent. Mortalité très élevée (allant<br />
jusqu’à 95%) dans les 4 bacs de 80ℓ (B1, B2, B3, B4), et mortalité à hauteur de 50% dans<br />
les bacs B5 et B6 de 400ℓ. L’observation des larves a montré que :<br />
- <strong>Le</strong>s larves issues des bacs B5 et B6 de 400ℓ présentent un développement et des tailles<br />
tout à fait normales (800x500µm en moyenne). Elles sont mobiles, l’estomac est rempli<br />
de phytoplancton, et possèdent 6 bras. <strong>Le</strong> milieu d’élevage est propre, quelques rares<br />
copépodes peuvent être observés ainsi que quelques cellules algales vivantes, sans<br />
déchets particuliers.<br />
- <strong>Le</strong>s larves issues des bacs B1, B2, B3 et B4 de 80ℓ sont toutes de très petites tailles<br />
(500x300µm en moyenne), au stade 4 bras, ce qui ne correspond pas à un<br />
développement normal. <strong>Le</strong> milieu d’élevage est extrêmement chargé en amas d’algues,<br />
qui se révèlent être en fait des excréments (au microscope). Nous avons remarqué la<br />
présence abondante de copépodes dans ces 4 bacs, et avons cherché à les quantifier. A<br />
J15, la mortalité des plutéi des 4 bacs de 80ℓ est estimée à 95%, ce qui correspond à<br />
4x10.000 plutéi survivants (par rapport aux 4x200.000 larves mises en élevage à J0 dans<br />
les 4 bacs au total). <strong>Le</strong>s copépodes dans ces bacs ont une densité 4 fois supérieure à<br />
celles des larves survivantes, ce qui correspond à environ 4x40.000 copépodes. Notons<br />
que 10% des copépodes observés étaient de petite taille (500x300µm en moyenne),<br />
colorés et vivants. <strong>Le</strong>s 90% de copépodes restants sont de grande taille (900x500µm en<br />
moyenne), transparents et morts.<br />
La cause potentielle de la mortalité importante des 4 bacs de 80ℓ serait due à l’abondance<br />
de copépodes. Comme précédemment, ceux-ci seraient passés à l’état d’œufs à travers les<br />
filtres. Arrivés dans les bacs, ils se sont développés en atteignant des tailles jusqu’à 3 fois<br />
plus grandes que celles des plutéi survivants (Figure 27). Ils sont entrés en compétition<br />
alimentaire avec les plutéi (Figure 28), et ont contribué à la pollution du milieu par leurs<br />
excréments (Figure 29). Ceci pourrait expliquer les fortes mortalités et le quasi arrêt de<br />
croissance des larves d’oursins survivantes.<br />
30
Figure 27 : Comparaison taille copépode vs<br />
taille plutéus<br />
Figure 28 : Plutéus de taille<br />
anormalement petite et qui ne<br />
s'alimente pas<br />
3.4.5. Détection de la phase de métamorphose et transfert en « pochons de lâchés »<br />
La détection du moment idéal pour passer les larves compétentes dans les tamis des<br />
toboggans reste une étape assez délicate. C’est autour du 20 au 25 ème jour d’élevage qu’il<br />
faut être les plus vigilants. Prises trop tôt, les larves sont encore pélagiques et de petite taille.<br />
Prise trop tard, elles se sont déjà métamorphosés et se sont accrochées aux parois des bacs<br />
d’élevage. Dans cette situation là, il est très difficile des les décrocher sans causer de stress<br />
important à l’origine d’une forte mortalité. Il est donc indispensable de suivre l’évolution<br />
morphologique des larves à intervalles de temps régulier, afin de pouvoir les passer dans les<br />
tamis de pré-grossissement ou dans les « pochons de lâchés » dans des conditions<br />
optimales. La récupération des larves en pré-métamorphose s’est faite à l’aide d’un siphon.<br />
Pour le transfert des larves jusqu’aux tamis des toboggans, une étape préalable<br />
d’ajustement des paramètres de l’eau des toboggans a ceux de l’eau d’élevage a été<br />
effectuée. Par la suite, après calcul des concentrations larvaires, nous avons délicatement<br />
déposé dans chaque tamis le volume nécessaire d’eau contenant le nombre de plutéi<br />
compétents souhaité.<br />
Pour le transfert des larves jusqu’aux pochons de<br />
lâchés, nous avons siphonné les bacs d’élevage larvaire tour à<br />
tour. <strong>Le</strong>s différents pochons destinés aux lâchés étaient entreouverts<br />
dans des bailles de 75ℓ (Figure 30), initialement replies<br />
au quart par l’eau d’élevage (ni choc thermique ni choc<br />
osmotique). L’arrivée du siphon se fait dans les bailles, et a<br />
nécessité un contrôle du volume versé afin de placer dans les<br />
pochons un nombre connu de plutéi compétents. Dans chaque<br />
baille munie d’un pochon, nous avons rajouté un bullage fin, et<br />
avons distribué du phytoplancton en quantité suffisante afin de<br />
pouvoir alimenter les plutéi encore non métamorphosés.<br />
Figure 29 : Excréments de copépodes<br />
Figure 30 : Bailles munies de<br />
"pochons à lâchés"<br />
3.4.6. Alimentation des juvéniles<br />
Concernant l’alimentation des juvéniles, l’objectif était de concevoir des régimes<br />
différents qui coulent au fond des bacs, et qui se répartissent sur le fond de manière<br />
homogène. L’idée de la pate à l’Agar-agar était une solution. Cependant certaines fois les<br />
aliments ne coulaient pas, du sûrement à la teneur en Agar-agar de la solution d’Agar ou<br />
l’état plus ou moins sec de la pate distribuée.<br />
Toutes les difficultés rencontrées au cours des différents élevages ont permis de faire<br />
progresser et d’optimiser les nouvelles productions relancées. Ainsi, après multiples<br />
tentatives, un lot de larves a pu être mené à la maturité désirée (jeunes oursins benthiques<br />
31
de 1mm). Après la récupération des juvéniles de taille souhaitée dans les filets, cette<br />
production a été lâchée dans le milieu marin.<br />
4. Essais de réintroduction<br />
4.1. Choix des lieux de réintroduction<br />
<strong>Le</strong> choix des lieux de réintroduction s’est fait parmi les 8 sites tests que nous avons<br />
étudiés. <strong>Le</strong> promoteur n=°1 du projet étant la Commu nauté d’Agglomération TPM, le site<br />
prioritaire est celui situé à St Mandier. Ensuite, le choix des autres sites prioritaires s’est fait<br />
sur des critères de facilité d’accès pour la réalisation future d’études génétiques, comme par<br />
exemple les sites Rix-cauvelle et Gaou-Embiez. <strong>Le</strong>s 5 autres sites n’étant pas prioritaires,<br />
les opérations de lâchers seront réalisés lorsque les productions en écloserie le permettront.<br />
4.2. Organisation des lâchers<br />
<strong>Le</strong>s larves compétentes sont placées dans les pochons de lâchers, situés dans des<br />
bailles. Pour des raisons pratiques, le jour du lâcher, les pochons sont placés deux par deux<br />
par baille. En bateau, nous nous dirigeons sur le site choisi. Un plongeur en scaphandre<br />
autonome se met à l’eau et observe le biotope afin de repérer l’endroit idéal pour lâcher les<br />
larves : faible profondeur (1mm.<br />
4.3. Rôles du laboratoire EB2M<br />
<strong>Le</strong> laboratoire EB2M (La garde, 83) est composé d’une Equipe spécialisée en<br />
Biologie Marine et Moléculaire. Il participe au projet oursin sur le volet génétique. En effet,<br />
dans le but d’analyser l’efficacité des lâchers, chaque couple de géniteur utilisé pour les<br />
différentes productions destinées aux lâchers a fait l’objet d’une identification génétique<br />
(prélèvements de 5 podias par individu, les podias sont placés dans un épendorf rempli<br />
d’alcool). Ces épendorfs ont été envoyés au laboratoire EB2M pour analyse génétique. Ainsi,<br />
le premier lâcher (à géniteurs identifiés) a été effectué sur le site Rix-cauvelle. C’est un site<br />
situé à coté de l’Institut, ce qui facilitera les études. L’Institut a pour objectif de suivre le<br />
devenir des oursins relâchés au fil des années à venir, et ainsi d’évaluer l’efficacité des<br />
opérations de repeuplement. Des prélèvements d’oursins seront effectués sur le lieu de<br />
lâcher, en s’assurant que les tailles correspondent bien à celles que les oursins relâchés<br />
pourraient avoir à ce moment la. <strong>Le</strong> laboratoire EB2M permettra de savoir si les oursins<br />
prélevés sont issus des géniteurs génétiquement identifiés (tests de paternité).<br />
32
CONCLUSION<br />
<strong>Le</strong> projet expérimental de production de larves et de juvéniles d’oursins <strong>comestible</strong> P.<br />
lividus a, à l’origine, été souhaité par plusieurs pêcheurs professionnels de la région<br />
toulonnaise soucieux du déclin de cette ressource. En effet, dans une première partie, le bref<br />
état des lieux réalisé au cours de ce stage a montré que le niveau des stocks d’oursins était<br />
nettement inférieur à celui décrit par certains auteurs dans les années 80-90 (Regis, 1989).<br />
Cet état des lieux à aussi révélé l’influence de l’activité de pêche sur l’état général des stocks<br />
d’oursins sur certains sites par rapport à d’autres. Afin de poursuivre cette étude, il serait<br />
intéressant d’obtenir des données sur l’évolution des stocks entre les périodes autorisées de<br />
pêche et les périodes interdites, sur les huit sites tests auxquels nous nous sommes déjà<br />
intéressés.<br />
Dans une seconde partie, les essais de production d’oursins en écloserie-nurserie se<br />
sont révélés moyennement satisfaisants. Cela est essentiellement dû à des fortes mortalités<br />
pré et post-métamorphose dont les causes potentielles sont multiples : fluctuations de<br />
salinité dans les bacs d’élevage larvaire, présence redondante de copépodes et de ciliés,<br />
géniteurs en provenance de la station d’épuration du Cap Sicié, réalisation des fécondations<br />
au laboratoire à des périodes de l’année où les oursins ne se reproduisent pas<br />
naturellement… Ces essais demandent à être poursuivis et améliorés, en mettant l’accent<br />
sur le soin apporté aux larves compétentes lors de leur passage des bacs cylindro-coniques<br />
vers les structures en toboggans. <strong>Le</strong>s expériences menées au laboratoire sur les conditions<br />
d’élevage ont permis d’orienter puis d’optimiser les différents élevages expérimentaux<br />
menés dans l’écloserie. De nombreux tests peuvent encore être réalisés sur la nature du<br />
phytoplancton proposé (Porphyridium, tetraselmis…), la distribution des aliments en une ou<br />
deux fois par jour ou la nature/texture des aliments distribués aux juvéniles en toboggans…<br />
De plus, ayant constaté les difficultés d’obtention de géniteurs sauvages matures sur la<br />
période juin-juillet-août, il pourrait s’avérer utile de réaliser des essais de conditionnement de<br />
géniteurs par l’utilisation d’une température, d’une photopériode et d’une alimentation<br />
adaptée (travaux de Grosjean, 1998).<br />
Dans une troisième partie, un lâcher de 80 000 juvéniles d’oursins de 1mm a pu être<br />
effectué autour de l’Ile des Embiez. <strong>Le</strong>s géniteurs utilisés ont été génétiquement identifiés<br />
par le laboratoire partenaire EB2M, ce qui permettra à l’Institut de réaliser un suivi des<br />
peuplements dans les 3 années à venir. Il s’agira de juger l’efficacité des opérations de<br />
lâchés et leurs conséquences sur le milieu : effets sur la biodiversité, risques de surbroutage<br />
et risques sur la diversité génétique des populations.<br />
D’une manière générale, l’objectif n’est pas de promouvoir la réintroduction, mais<br />
d’en analyser les avantages et inconvénients afin de mieux cerner les éléments d’une<br />
gestion efficace pour optimiser le devenir de la filière. Rappelons que d’autres solutions sont<br />
envisageables pour la reconstitution des stocks et le retour au bon équilibre des<br />
écosystèmes marins : aménagements de zones de pêche interdites, pose de récifs artificiels<br />
favorables au recrutement, sensibilisation du public ou repeuplement par importation<br />
d’individus prélevés dans des zones plus riches (San Martin, 1995)…<br />
33
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35
ANNEXE 1 : L’institut Océanographique Paul Ricard<br />
L’institut Océanographique Paul Ricard (IOPR) a été crée en 1966 par Monsieur Paul<br />
Ricard, chef d ‘entreprise et entrepreneur français né à Marseille le 9 juillet 1909 et décédé le<br />
7 novembre 1997. Il est le créateur du Pastis du même nom et son entreprise est<br />
actuellement intégrée dans le groupe Pernod Ricard.<br />
C’est suite à l’affaire des « boues rouges » et des pollutions des usines Pechiney qui<br />
défraya la chronique dans les années 60 que Paul Ricard fit édifier l’Institut sur l’Ile des<br />
Embiez. L’Ile est située dans la baie de Sanary, entre Toulon et Marseille dans le<br />
département du Var. L’IOPR est composé de deux parties : un aquarium-musée qui permet<br />
au public de découvrir la diversité de la faune et de la flore méditerranéenne, et un centre de<br />
recherche comprenant laboratoires et bassins d’expérimentation. <strong>Le</strong>s laboratoires de l’IOPR<br />
sont installés au bord d’anciennes salines de l’Ile et d’une lagune encore préservée, ce qui<br />
constitue un site d’études privilégiées des populations végétales et animales du milieu.<br />
Depuis sa création, l’IOPR met en œuvre de nombreux programmes de recherche sur la<br />
biodiversité et la protection de l’environnement, et mène de nombreuses actions pour<br />
sensibiliser le public.<br />
Coté laboratoire, depuis 1972, les chercheurs en biologie marine et océanologie<br />
développent des partenariats et des programmes nationaux et internationaux. <strong>Le</strong>s premiers<br />
travaux étaient consacrés à l’écologie littorale et à l’aquaculture expérimentale.<br />
La reconnaissance du travail et des investissements de l’Institut est obtenue en 1995<br />
lorsque l’Académie des Sciences décerne le prix Alexandre Johanides à l’équipe scientifique<br />
de l’Institut pour l’ensemble des ses travaux.<br />
Exemple de travaux entrepris :<br />
♦ 1980 - 2004 : Partenariat avec le Parc National Régional de Port-Cros et Natura 2000<br />
pour la protection des espèces dans les réserves marines et les zones humides.<br />
♦ 1981 : Création d’une station expérimentale d’aquaculture sur l’Ile, pour le<br />
prégrossissement d’alevins de loups et de daurades. L’Institut intègre le groupe<br />
« Aquaculture en région méditerranéenne ».<br />
♦ 1988 : Suivi des populations de certaines espèces menacées de disparition (Epinephelus<br />
marginatus, Pinna nobilis).<br />
♦ 1989 : Partenariat avec ELF aquitaine pour la mise au point de l’Inipol-EAP 22 qui<br />
favorise la dégradation naturelle des hydrocarbures (produit utilisé avec succès pour<br />
nettoyer certaine plages de l’Alaska après l’échouage du pétrolier Exxon Valdez). La<br />
Seatrade Annual Award, un oscar international de lutte contre la pollution, est décerné à<br />
l’Institut.<br />
♦ 1999 : Etude du phénomène de mortalité massive affectant les gorgones et les<br />
communautés d’organismes fixés.<br />
♦ 2002-2005 : Participation au projet européen I-Marq (Information on Marine Environment<br />
Quality). L’objectif est de favoriser l’accès aux technologies de l’information et de la<br />
communication à l’ensemble des citoyens et des entreprises européennes dans le
domaine de la qualité des eaux marines côtières, pour la mise en place de SIG pilotes<br />
(Systèmes d’Information Géographique) en différents sites.<br />
♦ 2003 : Partenariat avec les Grands Travaux de Marseille pour l’étude d’un nouveau type<br />
d’aménagement côtier destiné à remplacer l’enrochement traditionnel (avec apport de<br />
gravats) qui détruit la vie marine. Il s’agit de plaques de béton sur pilotis spécialement<br />
adaptés. Projet récompensé par le Grand Prix de l’innovation Vinci.<br />
♦ 2005 : Intégration de l’Institut dans le comité de pilotage du réseau européen d’Espaces<br />
Naturels Natura 2000.<br />
♦ 2006-<strong>2009</strong> : Projet pilote en partenariat avec l’Agence de l’Eau Rhône Méditerranée et<br />
Corse, et le conseil Général des Bouches du Rhône pour la production expérimentale<br />
d’oursin <strong>comestible</strong> P. lividus pour le repeuplement de certains zones côtières.<br />
L’IOPR est né, s’est développé, et vit aujourd’hui grâce au mécénat de la société<br />
Ricard. C’est une association à but non lucratif (loi juillet 1901) et dont la totalité des<br />
bénéfices est réinvestie dans le matériel et l’entretien des structures. <strong>Le</strong> budget est très<br />
variable d’une année à l’autre, car il dépend des contrats de recherche obtenus par l’Institut<br />
et des subventions et investissements accordés par la Société Ricard. <strong>Le</strong>s ressources de<br />
l’association se composent ainsi de :<br />
- subventions de la Société Paul Ricard (75%)<br />
- ressources de la recherche (13%)<br />
- sommes fournies par les prestations de l’association (musée, aquarium…) (9,8%)<br />
- cotisations et souscriptions des membres (correspondants, actifs ou donateurs) (1,5%)<br />
- subventions accordées soit par l’état, soit par les collectivités publiques (0,7%)<br />
<strong>Le</strong>s dépenses sont ordonnées par le présidente Patricia Ricard et les paiements sont<br />
effectuées par le trésorier. Elles concernent :<br />
- salaire du personnel (chercheurs, administration, secrétariat général) (58%)<br />
- entretien et le fonctionnement des structures (18,5%)<br />
- édition (18%)<br />
- entretien des véhicules et les frais divers (5,5%)<br />
<strong>Le</strong> conseil d’administration de l’association est composé de 16 membres élus pour 3 ans<br />
à l’Assemblée Générale, choisis parmi les membres de cette assemblée. <strong>Le</strong> conseil choisit<br />
ensuite un président, un vice-président, un secrétaire général et un trésorier. Il peut<br />
également nommer un responsable scientifique. <strong>Le</strong> conseil se réunit une fois par an ou plus<br />
si cela est nécessaire. <strong>Le</strong>s décisions sont prises à la majorité des voix représentées.
ANNEXE 2 : l’oursin <strong>comestible</strong> Paracentrotus lividus<br />
1. Taxonomie<br />
Paracentrotus lividus (Lamark, 1816) ou « oursin violet », appartient à l’embranchement<br />
des échinodermes, animaux marins comprenant aussi les étoiles de mer, les holothuries…<br />
<strong>Le</strong>s échinodermes ont des caractères communs : symétrie radiaire de base cinq, squelette<br />
interne constitué de plaques calcaires jointives, système ambulacraire rempli d’eau de mer et<br />
stade larvaire nageur suivi d’une métamorphose complexe. La position systématique de P.<br />
lividus est la suivante :<br />
Embranchement : Echinodermata = Echinodermes<br />
2. Mode de vie<br />
Figure 1 : Section longitudinale d’un oursin P. lividus<br />
Classe : Echinoidea = Echinides<br />
Sous-classe : Regularia = oursins réguliers<br />
Ordre : Echinoida = Echinoïdes<br />
Famille : Echinidae = Echinidés<br />
Genre : Paracentrotus<br />
Espece : lividus, Lamarck 1810<br />
Cette espèce se rencontre en Méditerranée en en Atlantique, sa limite de répartition<br />
vers le nord semblant correspondre à une ligne isotherme de 8°C pour le mois de février.<br />
Son test est globuleux, avec un diamètre moyen de 5cm pouvant atteindre les 8cm. <strong>Le</strong>s<br />
piquants sont forts, de longueur inégale, mais toujours très courts sur la face orale. La<br />
couleur générale du test et des piquants varie du violet au vert foncé, avec parfois des<br />
nuances brunâtres.<br />
<strong>Le</strong>s plus grandes densités d’oursins se rencontrent à faible profondeur (Harmelin et<br />
al., 1980). Ils adhèrent à leur support grâce à un appareil ambulacraire composé de podias<br />
(Figure 1) ou pieds ambulacraires, répartis selon cinq zones. Chaque podia est formé d’un<br />
tube souple terminant par une petite ventouse, permettant l’accrochage sur des surfaces<br />
rigides. <strong>Le</strong>s podias de la face aborale (opposée au support) ne servent pratiquement qu’à
capturer et retenir des éléments mobiles, éléments qui serviront à l’oursin de protection ou<br />
de réserve alimentaire. <strong>Le</strong>s podias de la face orale (près de la bouche) permettent de fixer<br />
l’animal et de retenir les aliments pendant le broutage (raclage des surfaces).<br />
<strong>Le</strong>s déplacements sont lents, environ 2m/24h selon Dance (1987), mais permettent<br />
aux oursins d’aller chercher leur nourriture ou d’adapter leur position par rapport aux<br />
conditions de l’environnement.<br />
3. Respiration<br />
<strong>Le</strong>s oursins réguliers vivent généralement dans des milieux agités, donc très oxygénés.<br />
La respiration est permise par 10 branchies situées sur le cercle péribuccal.<br />
4. Alimentation<br />
Macrophages, les oursins P. lividus se déplacent sur les surfaces pour effectuer un tri<br />
des aliments en fonction de leurs besoins (Kempf, 1962) : ils raclent le substrat et<br />
déchiquettent des macroalgues (Posidonia oceanica, Ulva lactuca…) et des algues calcaires<br />
par prélèvement direct. Un prélèvement indirect peut être effectué, grâce aux piquants qui<br />
capturent des éléments mobiles qui passent à proximité, et aux podias qui amènent ces<br />
éléments jusqu’à la bouche s’ouvrant au centre d’une membrane souple, en contact direct<br />
avec le substrat. Juste en arrière de cette ouverture, le tube digestif est différentié en une<br />
structure complexe : la lanterne d’Aristote (pièces calcaires, dents, muscles, ligaments).<br />
Dans cette zone, le tube digestif se divise longitudinalement en deux parties : l’estomac (se<br />
poursuivant par l’intestin puis l’anus), et le siphon (avec eau qui accompagne les aliments).<br />
5. Croissance<br />
<strong>Le</strong> squelette de l’oursin est composé de plaques calcaires jointives, qui se mettent en<br />
place dès le début du développement selon vingt rangées méridiennes. L’accroissement en<br />
taille de l’animal s’opère selon deux processus :<br />
- augmentation de la taille de chacune des plaques du test, par des dépôts de calcaire sur<br />
toute la périphérie des plaques. Ce phénomène fait apparaître des stries concentriques.<br />
- formation de nouvelles plaques sur chaque rangée méridienne, à l’opposée de la région<br />
buccale.<br />
Tout comme la régénération des piquants et des dents, la croissance globale du test<br />
requiert un métabolisme calcique très important.<br />
6. Reproduction<br />
P. lividus est gonochorique, sa reproduction a lieu à la fin du printemps et à<br />
l’automne. Son appareil génital est constitué par cinq gonades communiquant avec le milieu<br />
extérieur par des canaux qui traversent le test au niveau de l’anus. Chaque gonade (mâle ou<br />
femelle) est une poche limitée par une paroi (tissu de soutien et musculaire) qui permettra<br />
l’évacuation des produits génitaux.<br />
La première étape du cycle correspond à une phase d’accroissement du volume des<br />
gonades pendant laquelle de grosses cellules internes accumulent des éléments nutritifs.<br />
Durant la seconde étape, certaines cellules de la lignée sexuelle se multiplient et subissent<br />
une maturation utilisant une partie des réserves accumulées. Lorsque les conditions du<br />
milieu sont favorables, une première évacuation de gamètes se produit, laissant la place
pour qu’une deuxième série de gamètes se différentient et soient émis. Fenaux (1968)<br />
montre qu’en Méditerranée, le nombre de pontes est toujours de deux par an. <strong>Le</strong>s produits<br />
génitaux sont expulsés directement dans l’eau, l’évacuation se faisant indépendamment pour<br />
chaque gonade. La simultanéité des émissions de gamètes est permise par des substances<br />
chimiques reconnues à distance décrites par Keckes et al. (1966). En règle générale, les<br />
gamètes sont activés au contact de l’eau de mer, puis dispersés par les mouvements de<br />
l’eau. <strong>Le</strong>s ovocytes (0,1mm de diamètre) attirent les spermatozoïdes nageurs, dont un<br />
assurera la fécondation. Apres quelques dizaines d’heures, l’œuf jusqu’alors immobile,<br />
donne naissance à une larve ciliée nageuse ronde et creuse. La larve connaît alors une<br />
phase endotrophique, elle se nourrit de ses propres réserves vitellines pendant deux à trois<br />
jours. Puis, quatre expansions allongées se forment (« bras »), entre eux s’ouvrent la<br />
bouche. Ce stade larvaire appelé plutéus est exotrophe et nage activement à la recherche<br />
de sa nourriture composée de phytoplancton. La croissance des baguettes branchiales se<br />
met en place (Jangoux, 1987). Cette phase planctonique dure environ 18 jours. La larve<br />
grandit, des « bras » supplémentaires se forment, et un groupe de cellules apparaît à<br />
l’intérieur, près du tube digestif. C’est à partir de ce « bourgeon échinien » que va se<br />
différentier le jeune oursin : la larve est compétente et prête à se métamorphoser, à condition<br />
que le milieu soit favorable (Cameron & Hinergardner, 1974). Quelques piquants des podias<br />
se forment, et lorsqu’ils deviennent fonctionnels, le plutéus cesse de nager et de se nourrir et<br />
vient adhérer à un support. Une fois fixée, la post-larve connaît une période d’endotrophie de<br />
8 jours. A l’issue de ces 8 jours, elle devient juvénile : un nouveau tube digestif se met en<br />
place, la bouche et l’anus s’ouvrent : le jeune oursin et né (vie benthique).<br />
7. Maladie<br />
Chez le P. lividus, la « maladie chauve » est un facteur de déclin périodique des<br />
populations, connu depuis de nombreuses années (Boudouresque et al. 1980). Elle se<br />
caractérise par une perte progressive des piquants et une ulcération des téguments. En<br />
phase aiguë, les piquants tombent par plaques, et en phase finale l’oursin meurt. La bactérie<br />
responsable de cette maladie à été identifiée par Jangoux en 1967. Non dangereuse pour<br />
l’homme, elle meurt au delà de 24°C. Cependant, ell e se transmet très facilement : la<br />
prophylaxie à adopter en élevage est l’écartement immédiat des individus touchés<br />
(antibiotiques éventuels).
ANNEXE 3 : Fiche immergeable transects
N°=<br />
1<br />
2<br />
3<br />
4<br />
5<br />
6<br />
7<br />
8<br />
Nom<br />
Localisation<br />
Point GPS<br />
« Rix-cauvelle »<br />
ILE DES EMBIEZ<br />
43°04’36 N<br />
05°46’34 E<br />
« Gaou-Embiez »<br />
ILE DES EMBIEZ<br />
43°04’17 N<br />
05°47’06 E<br />
« Coudoulière »<br />
SIX FOURS<br />
« St Mandrier »<br />
LA SEYNE<br />
44°04’479N<br />
05°47’802E<br />
« Cap Sicié »<br />
SIX FOURS<br />
43°02’907N<br />
05°50’759E<br />
« Mitre »<br />
TOULON<br />
« Garonne »<br />
LE PRADET<br />
« Bau Rouge »<br />
CARQUEIRANNE<br />
43°04’742N<br />
06°02’585 E<br />
ANNEXE 4 : BIOTOPES DES SITES TESTS<br />
Description du biotope<br />
site hétérogène<br />
gros blocs, gros galets<br />
dalles et éboulis<br />
tombants<br />
petites zones de graviers<br />
herbiers clairsemés<br />
faciès de roches à algues<br />
photophiles<br />
zone poissonneuse<br />
eau claire, bonne visibilité<br />
site hétérogène<br />
gros blocs et tombants<br />
quelques zones de graviers<br />
herbiers clairsemés<br />
faciès de roches à algues<br />
photophiles<br />
poissonneux,<br />
poissons de petite taille<br />
eau claire, bonne visibilité<br />
herbiers de posidonies<br />
quelques zones de graviers<br />
éboulis rochers/dalles<br />
taches de sables<br />
zone moyennement poissonneuse<br />
eau claire, bonne visibilité<br />
dalles, rochers, gros blocs<br />
herbiers photophiles (Posidonies)<br />
bonne visibilité<br />
taches de sable<br />
Poissonneux<br />
éboulis et gros blocs<br />
algues rouges en abondance, ulve<br />
vase<br />
visibilité moyenne<br />
très poissonneux<br />
dalles très abondantes<br />
rochers, galets et cailloux<br />
herbiers en touffes<br />
sable<br />
herbier dense<br />
roches, galets, éboulis et dalles<br />
gros blocs, rochers et dalles<br />
petites touffes d’herbier<br />
entre les roches<br />
Profondeur<br />
2 à 4m<br />
1 à 4m<br />
1 à 6m<br />
5 à 6m<br />
3 à 6m<br />
2 à 3m<br />
4m<br />
5 à 7m<br />
Remarques<br />
Accès facile en bateau<br />
Pêché par les pêcheurs professionnels<br />
Accès facile en bateau<br />
Pêché par les pêcheurs professionnels<br />
Accès facile en bateau<br />
Pêché par les pêcheurs professionnels<br />
Fréquenté par les touristes<br />
Accès à pied facile<br />
Accès facile en bateau<br />
Pêché par les pêcheurs professionnels<br />
Moyennement fréquenté par les<br />
touristes<br />
Accès moyennement facile à pied<br />
Accès moyennement facile en bateau<br />
Non pêché par les pêcheurs<br />
professionnels car situé contre une<br />
station d’épuration<br />
Non accessible à pied<br />
Accès facile en bateau<br />
Pêché par les pêcheurs professionnels<br />
Fréquenté par les touristes<br />
Accès très facile à pied<br />
Accès facile en bateau<br />
Pêché par les pêcheurs professionnels<br />
Accès à pied moyennement facile<br />
Accès facile en bateau si temps calme<br />
Pêché par le pêcheurs professionnels<br />
Accès à pied assez difficile
ANNEXE 9 : MILIEU DE CONWAY (Walne, 1966)<br />
Source : Andineau & Blancheton. (1985-86). Production d’Algues unicellulaires, Station Ifremer de Palavas.<br />
<strong>Le</strong> milieu de Conway est utilisé essentiellement pour l’enrichissement de l’eau<br />
de mer naturelle et convient à l’ensemble des souches d’algues cultivées.<br />
♦ Solution principale :<br />
- H20 = 1ℓ<br />
- Na2 EDTA = 45 mg (Chélateur)<br />
- Na NO3 = 100 mg (Nitrate de Sodium)<br />
- H3 BO3 = 33,6 mg (Acide Borique)<br />
- NaH2 PO4 = 20 mg (Dihydrogénophosphate de Sodium)<br />
- MnCl2 4H20 = 0,36 mg (Chlorure de Manganèse)<br />
- FeCl3 6H20 = 1,3 mg (Chlorure Ferrique)<br />
♦ Solution trace de métaux :<br />
- Zn Cl2 = 2,1 g<br />
- Co Cl2 6H20 = 2,0 g<br />
- (NH4)6 Mo7 024 4H20 = 0,9 g<br />
- Cu SO4 5H20 = 2,0 g<br />
- Eau distillée = 100 mℓ<br />
Dosage : 1mℓ/ℓ de solution principale<br />
+ HCl pour dissoudre les sels et obtenir une solution limpide.<br />
♦ Solution vitaminique :<br />
- Thiamine aneusine Hydrochloride (B1) = 200 mg<br />
- Cyanoccobalamine (B12) = 10 mg<br />
- Eau distillée = 100 mℓ<br />
Dosage : 0,1 mℓ/ℓ d’eau de mer<br />
♦ Solution silicatée pour diatomées :<br />
4 mg de Na2 SiO3 5H2O (Métasilicate de Sodium) pour 100 mℓ d’eau distillée.<br />
Dosage : 2,5mℓ/ℓ d’eau de mer
ANNEXE 10 : Solutions mères de substances nutritives<br />
utilisées pour le milieu de culture de Skeletonema costatum<br />
Source : Essais écotoxicologiques (1998). Recueil environnement. Editions AFNOR.
ANNEXE 11 : Inauguration de l’écloserie expérimentale de l’Institut,<br />
visite de M. Borloo, Ministre de l’Écologie, de l’Énergie, du<br />
Développement durable et de la Mer, Var Matin, 14 juin <strong>2009</strong>
ANNEXE 12 : « Méditerranée, l’espoir renaît »,<br />
<strong>Le</strong> Figaro Magazine, 18 juillet <strong>2009</strong>
Auteur : <strong>Marina</strong> DELVIL<br />
Nb pages : 35 Annexes : 12<br />
Année de soutenance : <strong>2009</strong><br />
Spécialisation ou spécialité : Halieutique<br />
Dominante : Aquaculture<br />
Enseignant responsable : M. Hervé <strong>Le</strong> Bris<br />
Cadre réservé à la bibliothèque centrale<br />
Organisme d'accueil : Institut Océanographique Paul Ricard<br />
Adresse : Ile des Embiez, <strong>Le</strong> Brusc, 83 140 Six-Fours-<strong>Le</strong>s-Plages<br />
Maître de stage : M. Yvan Martin<br />
Titre : L’oursin <strong>comestible</strong> Paracentrotus lividus : optimisation des conditions de production de larves et de juvéniles<br />
benthiques en écloserie, en vue d’opérations de réintroduction après état des lieux de la ressource sur plusieurs sites tests<br />
varois.<br />
Résumé :<br />
Depuis 1987, la diminution des stocks d’oursins <strong>comestible</strong>s Paracentrotus lividus semble s’observer sur les côtes<br />
méditerranéennes. Ce phénomène est particulièrement frappant dans la baie de La Ciotat où l’oursin subit une forte pression<br />
due à la pêche amateur et professionnelle malgré les réglementations, sans écarter la destruction des habitats par les<br />
aménagements du littoral et la pollution urbaine. Plus récemment, c’est en 2006 que la diminution des stocks de P. lividus a<br />
été la plus remarquée.<br />
Afin de compenser la diminution des populations d’oursins, une démarche scientifique de production en écloserie et<br />
de lâchés d’oursins <strong>comestible</strong>s P. lividus dans les eaux du littoral méditerranéen a été envisagée. A l’initiative de la<br />
Communauté d’Agglomération TPM (Toulon Provence Méditerranée), le Conseil Général du Var, la Prud’homie de La Ciotat,<br />
l’Agence de l’Eau Rhône Méditerranée Corse et le Conseil Général des Bouches du Rhône, un projet pilote sur trois ans est<br />
engagé avec les chercheurs de l’Institut Océanographique Paul Ricard.<br />
Ce projet a été mené selon trois volets. Après un bref état des lieux des populations sur quelques site-tests varois<br />
sélectionnés, un élevage de larves et de juvéniles d’oursins a été entrepris au de l’écloserie expérimentale de l’Institut, en<br />
nous efforçant d’optimiser au maximum certains paramètres de production afin de minimiser les taux de mortalité : bullage<br />
dans les bacs d’élevage, taux de renouvellement en eau quotidien et qualité de l’alimentation... L’optimisation de ces<br />
conditions d’élevage à été permise grâce à la réalisation d’expériences en parallèle, sur des larves au laboratoire. Enfin, des<br />
lâchés de juvéniles ont été effectués en région toulonnaise, en nous efforçant de proposer un protocole de suivi pour les<br />
années à venir, afin de pouvoir estimer l’efficacité de notre démarche.<br />
Abstract :<br />
Since 1987, the declining stocks of edible sea urchin Paracentrotus lividus seem to occur on the Mediterranean<br />
coast. This phenomenon is particularly striking in the Bay of La Ciotat where urchin are threatened due to recreational and<br />
professional fishing, despite the regulations, while allowing the destruction of habitats by coastal development and urban<br />
pollution. More recently, it was in 2006 that the declining stocks of P. lividus was the highest.<br />
To compensate this, a scientific production in hatchery and restocking operations of edible sea urchin P. lividus on<br />
the Mediterranean coast were undertaken. At the initiative of the Communauté d’Agglomération TPM (Toulon Provence<br />
Méditerranée), the Conseil Général du Var, the Prud’homie de La Ciotat, the Agence de l’Eau Rhône Méditerranée Corse and<br />
the Conseil Général des Bouches du Rhône, a three-year pilot project was initiated with researchers of the Paul Ricard<br />
Oceanographic Institute.<br />
This project was conducted in three parts. After a brief overview of the populations of sea urchins on some varois<br />
test sites, breeding of larvae and juveniles of sea urchins has been undertaken at the experimental hatchery of the Institute.<br />
We tried to optimize some production parameters to minimize the mortality rate : airflow in vats of animal husbandry, daily<br />
renewal rate of water and food quality... Optimizing the conditions of livestock was permitted through experiments on larvae<br />
conducted in parallel in the laboratory. Finally, releasing of juveniles were made in the Toulon region, and we strived to<br />
propose a short monitoring protocol for the coming years in order to assess the effectiveness of our approach.<br />
Mots-clés : Paracentrotus lividus, état des lieux de la<br />
ressource, production en écloserie, opérations de lâchés<br />
Key-words : Paracentrotus lividus, overview of the<br />
populations, breeding in hatchery, restocking operations<br />
Diffusion :<br />
x Non limitée<br />
Limitée (préciser au verso)