Manual de métodos de ecosistemas marinos y costeros con miras a establecer impactos ambientales

MANUAL DE MÉTODOS DE ECOSISTEMAS

MARINOS Y COSTEROS CON MIRAS A

ESTABLECER IMPACTOS AMBIENTALES

2

MANUAL DE MÉTODOS DE ECOSISTEMAS MARINOS Y

COSTEROS CON MIRAS A ESTABLECER IMPACTOS

CUERPO DIRECTIVO

Director

Francisco A. Arias Isaza

Subdirector

Coordinación de investigaciones

Jesús Antonio Garay Tinoco

Coordinador

Programa Biodiversidad y Ecosistemas Marinos

(BEM)

David Alonso Carvajal

Coordinador

Programa Valoración y Aprovechamiento de

Recursos Marinos Vivos (VAR)

Mario Rueda Hernández

Coordinadora

Programa Calidad Ambiental Marina (CAM)

Luisa Fernanda Espinosa

Coordinadora

Programa de investigación para la Gestión en

Zonas Costeras (GEZ)

Paula Cristina Sierra Correa

Coordinadora

Programa de Geociencias Marinas (GEO)

Constanza Ricaurte

Coordinador (E)

Coordinación de Servicios Científicos

Jesus Garay Tinoco

COORDINACIÓN TECNICA Y ADMINISTRACION

Jesus Garay Tinoco – ADMINISTRADOR

David Alonso Carvajal – JEFE DE PROYECTO

Alex Ricardo Báez Polo – COORDINADOR MANUAL DE

MÉTODOS Y ADQUISICIÓN DE EQUIPOS

LABORATORIOS Y RECURSOS DE APOYO

EQUIPOS OCEANOGRÁFICOS

Laboratorio de Instrumentación Marina (LabIMA)

Responsable: Carlos Henry

MANEJO DE MUESTRAS BIOLÓGICAS

Museo de Historia Natural Marina de Colombia

(MHNMC)

Responsable: Giomar Borrero

BUQUE DE APOYO

Buque de Investigaciones B/I ANCON

Responsable: Santiago Márquez Linero

Diseño y Diagramación

Edgar J. Barros Pinedo

Imagen portada:

Lance de red bongo de ictioplancton - Fabian Cortes Pineda

Subdirector de Recursos y Apoyo a la

Investigación (SRA)

Sandra Rincón Cabal

Cítese como: INVEMAR- ANH, Manual de Métodos de Ecosistemas Marinos y Costeros con Miras a Establecer

Impactos Ambientales. 2013. Convenio para Fortalecimiento de los métodos de investigación marina para

actividades costa afuera por parte del sector hidrocarburos.. Santa Marta, D.T.C.H. 225p. + anexos

4

Convenio para fortalecimiento de los métodos de investigación marina para actividades costa afuera por parte del sector hidrocarburos

TABLA DE CONTENIDO

INTRODUCCIÓN ..................................................................................................................................... 17

ALCANCE .................................................................................................................................................. 19

1 FITOPLANCTON ........................................................................................................................... 23

1.1 INTRODUCCIÓN .............................................................................................................................................................. 23

1.2 REVISIÓN DE METODOLOGÍA (OVERVIEW) .......................................................................................................................... 25

1.2.1 Muestras destinadas al análisis cuantitativo ................................................................................................................... 26

1.3 FACTORES ABIÓTICOS ........................................................................................................................................................... 26

1.4 MÉTODOS DE CAMPO ............................................................................................................................................................ 28

1.4.1 Equipos ........................................................................................................................................................................................ 28

1.4.2 Métodos ....................................................................................................................................................................................... 29

1.5 MÉTODOS DE LABORATORIO ............................................................................................................................................... 31

1.5.1 Análisis cualitativo..................................................................................................................................................................... 31

1.5.2 Análisis cuantitativo .................................................................................................................................................................. 32

1.6 LITERATURA CITADA .............................................................................................................................................................. 33

2 ZOOPLANCTON ........................................................................................................................... 43

2.1 INTRODUCCIÓN ..................................................................................................................................................................... 43


2.2.1 Recolección de las muestras ................................................................................................................................................. 45


2.4 MÉTODOS DE CAMPO ............................................................................................................................................................ 50


2.5.1 Análisis cuantitativo y cualitativo ......................................................................................................................................... 51

2.5.2 Biomasas ..................................................................................................................................................................................... 51

2.6 LITERATURA CITADA .............................................................................................................................................................. 52

3 ICTIOPLANCTON ......................................................................................................................... 63

3.1 INTRODUCCIÓN ..................................................................................................................................................................... 63



3.4 MÉTODOS DE CAMPO ............................................................................................................................................................ 65

3.4.1 Identificación del equipo de muestreo y reactivos. ........................................................................................................ 66

3.4.1.1 Elementos de protección personal (EPP)................................................................................................. 66


5

3.4.1.2 Equipos para arrastres con redes............................................................................................................... 66

3.4.2 Muestreos con redes de arrastres ...................................................................................................................................... 66

3.4.2.1 Arrastre Oblicuo ............................................................................................................................................ 66

3.4.2.2 Arrastres estratificados ................................................................................................................................ 67

3.4.3 Manejo y etiquetado de muestreas. ................................................................................................................................... 68

3.4.4 Fijación y conservación de las muestras............................................................................................................................ 68

3.5 MÉTODOS DE LABORATORIO ................................................................................................................................................ 68

3.5.1 Procedimiento de separación o sorteo. ............................................................................................................................. 69

3.5.2 Análisis cualitativo y cuantitativo (muestras proveniente de la red de 500 µm). ............................................... 69

3.5.3 Determinación de biomasa zooplanctónica. (Muestras proveniente de la red de 300 µm). ......................... 70

3.6 LITERATURA CITADA............................................................................................................................................................... 71

4 NECTON ..........................................................................................................................................79

4.1 INTRODUCCIÓN...................................................................................................................................................................... 79


4.2.1 Trasmallos o redes agalleras ................................................................................................................................................ 80

4.2.1 Palangres ..................................................................................................................................................................................... 81

4.2.2 Nasas ........................................................................................................................................................................................... 84

4.2.3 Redes de arrastre ..................................................................................................................................................................... 86

4.2.3.1 Red de cerco bolichera ................................................................................................................................. 86

4.2.3.2 Chinchorro playero ....................................................................................................................................... 86

4.2.3.3 Red de arrastre demersal ............................................................................................................................. 88

4.2.4 Atarrayas ..................................................................................................................................................................................... 88

4.2.5 Pesca eléctrica ........................................................................................................................................................................... 89

4.2.6 Censos visuales .......................................................................................................................................................................... 89

4.2.6.1 Método de transecto de bandas: ................................................................................................................ 90

4.2.6.2 Método de buceo errante ............................................................................................................................ 91

4.2.6.3 Método del cilindro estacionario. .............................................................................................................. 92

4.2.7 Censos remotos con video ..................................................................................................................................................... 93

4.2.7.1 Remotely operated vehicle (ROV) ............................................................................................................ 93

4.2.7.2 Beating Remote Underwater Video (BRUV) .......................................................................................... 93

4.3 FACTORES ABIÓTICOS ............................................................................................................................................................ 94

4.4 MÉTODOS DE CAMPO ............................................................................................................................................................ 94


4.6 LITERATURA CITADA............................................................................................................................................................... 96

6


5 FONDOS BLANDOS .................................................................................................................... 103

5.1 INTRODUCCIÓN ...................................................................................................................................................................103

5.2 REVISIÓN DE METODOLOGÍA (OVERVIEW) ........................................................................................................................104

5.2.1.1 Infauna .............................................................................................................................................................104

5.2.1.2 Epifauna ...........................................................................................................................................................106

5.3 FACTORES ABIÓTICOS .........................................................................................................................................................108

5.4 MÉTODOS DE CAMPO ..........................................................................................................................................................110

5.4.1 Infauna ...................................................................................................................................................................................... 110

5.4.2 Macrofauna ............................................................................................................................................................................. 110

5.4.2.1 Recolección de muestras ...........................................................................................................................110

5.4.2.2 Almacenamiento ...........................................................................................................................................111

5.4.3 Meiofauna ................................................................................................................................................................................ 111

5.4.4 Epifauna ................................................................................................................................................................................... 112

5.5 MÉTODOS DE LABORATORIO .............................................................................................................................................115

5.5.1 Infauna ...................................................................................................................................................................................... 115

5.5.1.1 Tamizaje y Separación de organismos ....................................................................................................115

5.5.1.2 Identificación taxonómica ..........................................................................................................................117

5.5.2 Epifauna ................................................................................................................................................................................... 118

5.5.2.1 Ingreso material biológico al MHNMC: ..................................................................................................118

5.6 LITERATURA CITADA ............................................................................................................................................................118

6 PRADERA DE FANEROGAMAS Y FAUNA ASOCIADA ......................................................... 127

6.1 INTRODUCCIÓN ...................................................................................................................................................................127



6.4 MÉTODOS DE CAMPO ..........................................................................................................................................................130

6.4.1 Descripción general de la pradera (Mapeo) ................................................................................................................ 130

6.4.2 Muestreo en praderas pequeñas (áreas menores a 100 m 2 ). .............................................................................. 131

6.4.3 Muestreo en praderas grandes o de baja visibilidad: ................................................................................................ 133

6.4.4 Atributos comunitarios ......................................................................................................................................................... 133

6.4.5 Parámetros a colectar en cada uno de los cuadrantes ............................................................................................. 134

6.4.6 Fauna asociada ...................................................................................................................................................................... 135

6.4.7 Parámetros físico-químicos ................................................................................................................................................. 135


6.5.1 Sedimentos .............................................................................................................................................................................. 136


7

6.5.2 Nutrientes .................................................................................................................................................................................136

6.5.3 Tasa de sedimentación .........................................................................................................................................................137

6.6 ANÁLISIS DE LA INFORMACIÓN ............................................................................................................................... 138

6.7 LITERATURA CITADA............................................................................................................................................................ 138

7 ARRECIFES DE CORAL ...............................................................................................................145

7.1 INTRODUCCIÓN ............................................................................................................................................................ 145

7.2 REVISIÓN DE MÉTODOS .............................................................................................................................................. 147

7.3 FACTORES ABIÓTICOS ......................................................................................................................................................... 148

7.4 MÉTODOS DE CAMPO ......................................................................................................................................................... 150

7.4.1 Levantamiento de la línea base ambiental del áreay estado de salud arrecifal ...............................................150

7.4.1.1 Levantamiento cartográfico preliminar .................................................................................................. 150

7.4.1.2 Establecimiento de estaciones de monitoreo y caracterización inicial del estado de los arrecifes

......................................................................................................................................................................... 150


8 LITORAL ROCOSO ......................................................................................................................160

8.1 INTRODUCCIÓN................................................................................................................................................................... 160

8.2 REVISIÓN DE METODOLOGÍA (OVERVIEW) ....................................................................................................................... 162


8.4 MÉTODOS DE CAMPO ......................................................................................................................................................... 165

8.4.1 Cobertura viva de macroalgas y organismos sésiles coloniales: ..............................................................................166

8.4.2 Megafauna asociada: ............................................................................................................................................................167

8.4.3 Macrofauna y macroalgas: ..................................................................................................................................................169

8.4.4 Fauna criptica: .........................................................................................................................................................................169

8.5 MÉTODOS DE LABORATORIO ............................................................................................................................................. 170


9 LITORAL ARENOSO ....................................................................................................................178

9.1 INTRODUCCIÓN................................................................................................................................................................... 178

9.2 REVISIÓN DE METODOLOGÍA (OVERVIEW) ....................................................................................................................... 181


9.4 MÉTODOS DE CAMPO ......................................................................................................................................................... 184

9.5 MÉTODOS DE LABORATORIO ............................................................................................................................................. 186


10 MANGLARES Y FAUNA ASOCIADA A RAICES DE MAGLAR ..............................................194

10.1 INTRODUCCIÓN................................................................................................................................................................... 194

10.1.1 Fauna asociada a los manglares .......................................................................................................................................196

8



10.2.1 Estructura del bosque de manglar ................................................................................................................................... 197

10.2.2 Fauna asociada al manglar ................................................................................................................................................ 197


10.4 MÉTODOS DE CAMPO ..........................................................................................................................................................201

10.4.1 Fase de Planeación ................................................................................................................................................................ 201

10.4.1.1 Evaluación ecológica rápida .......................................................................................................................202

10.4.1.2 Evaluación ecológica detallada ..................................................................................................................203

10.4.2 FASE DE CAMPO .................................................................................................................................................................. 203

10.4.2.1 Componente de vegetación ......................................................................................................................203

10.4.2.2 Componente de fauna asociada al manglar ...........................................................................................207

10.4.2.3 Evaluación de impactos en el ecosistema de manglar .........................................................................208


10.6 LITERATURA CITADA ............................................................................................................................................................211

11 ANEXOS ........................................................................................................................................ 216


9

ÍNDICE DE TABLAS

Tabla 1.1. Relación entre el número de células contadas y el límite de confianza, con un nivel de significancia del

95%. ............................................................................................................................................................................................ 32

Tabla. 2.1. Listado y efecto de las variables fisicoquímicos que pueden afectar la fisiología y comportamiento de la

comunidad zooplanctónica ................................................................................................................................................... 49

Tabla. 3.1. Equipos y materiales necesarios para los muestreos ictioplanctónicos utilizando redes de arrastres. ....... 67

Tabla 6.1. Rangos de Luz, temperatura y salinidad promedio para que las especies de pastos marinos se encuentren

sin stress en su medio ambiente. ..................................................................................................................................... 129

Tabla 6.2 Parámetros y métodos de análisis de muestras para nutrientes en el monitoreo de aguas y sedimentos

marinos................................................................................................................................................................................... 137

Tabla 7.1. Amenazas y tensores que afectan los arrecifes coralinos en todo el mundo y en particular en las costas

Caribe y Pacífica de Colombia. La valoración va de “0” para los factores con más leve efecto sobre los

corales, hasta “5” para los más destructivos (Tomado y actualizado de Diaz et al., 2000). 5-Amenaza alta

generalizada; 4-amenaza alta localizada; 3-amenaza media; 2-amenaza baja localizada; 1-amenaza baja

generalizada y 0-amenaza ausente. .................................................................................................................................. 146

Tabla 7.2. Selección de algunos de los programas globales y regionales más conocidos en monitoreo de arrecifes

coralinos con los protocolos utilizados por cada uno para evaluación de comunidades bentónicas,

condición de salud, abundancia de invertebrados y peces. ....................................................................................... 147

Tabla 7.3. Protocolos más utilizados en todo el mundo, en el monitoreo y evaluación de cobertura de fondos

arrecifales y salud coralina ................................................................................................................................................ 148

Tabla 7.4. Parámetros fisicoquímicos de importancia a ser tenidos en cuenta en un monitoreo o estudio sobre

arrecifes coralinos ............................................................................................................................................................... 149

Tabla 8.1. ............................................................................................................................................................................................... 164

Tabla 8.2 Código de abundancia para cada familia registrada en el transecto. ................................................................... 168

Tabla 10.1. Características principales de las familias de mangle más comunes encontradas en Colombia ................ 195

Tabla 10.2. Metodologías comúnmente utilizadas para caracterizar la estructura de la vegetación del bosque de

manglar. .................................................................................................................................................................................. 199

Tabla 10.3. Lista de chequeo de equipos y materiales que deben disponerse para hacer una evaluación ecológica en

el ecosistema de manglar................................................................................................................................................... 201

Tabla 10.4 Parámetros estructurales de los bosques de manglar que se pueden calcular ............................................... 210

10


ÍNDICE DE FIGURAS

Figura 1.1. Aspecto general de una muestra fitoplanctónica revelando la amplia diversidad de esta comunidad. ....... 23

Figura 1.2. Equipos de muestreo tradicionales empleados para el muestreo cualitativo a) red de 25 µm, b) botella

Niskin vertical de 5 L, c y d) equipos empleados para el muestreo mixto mediante de tubos PVC y e)

técnicas modernas de sensores remotos donde se muestran las principales asociaciaciones de los tipos

funcionales del fitoplancton (Demarcq et al., 2012) ...................................................................................................... 25

Figura 1.3. Proceso de colecta de muestras a profundidad mediante a y b) roseta muestreadora y c) lectura de

parámetros fisicoquímicos mediante sondas. .................................................................................................................. 27

Figura 1.4. Disco Secchi útil para determinar profundidades basadas en la reducción de la intensidad o atenuación

de la luz que ingresa a la superficie .................................................................................................................................... 29

Figura.1.5. a) Arrastre horizontal de fitoplancton en red de 25 µm y b) lavado de la misma............................................ 30

Figura 1.6. Toma de muestra cuantitativa mediante a) botella Niskin y b) adición con lugol como solución

persevante. ............................................................................................................................................................................... 31

Figura 1.7. Curva de especies acumuladas empleadas en análisis cualitativos trabajadas en microscopio óptico

convencional. ........................................................................................................................................................................... 31

Figura 1.8. Secuencia recomendada para preparar las placas en las cámaras de sedimentaciónUtermöhl..................... 33

Figura. 2.1. Iconografía de algunos integrantes del zooplancton. Larva de poliqueto (a), cnidario (b), larva sipuncúlido

(c), salpido (d), larva de cefalópodo (e), copépodo calanoideo (f), copépodo harpacticoideo (g), copépodo

poecilostomatoideo (h), ostrácodo (i), cladocero (j), larvas de decápoco (k), anfípodo planctónico (l) y larva

de estomatópodo (m). .......................................................................................................................................................... 44

Figura 2.2. Botella muestreadora tipo Niskin. ................................................................................................................................ 45

Figura 2.3. Bomba de succión con mecanismo de Centrífuga ........................................................................................................... 46

Figura 2.4. Modelo de redes usadas para recolectar zooplancton a) Red simple y b) Red bongo. .................................. 47

Figura 2.5. Separador Folsom y b) Placa Bogorov. ........................................................................................................................ 48

Figura 2.6. Esquema del proceso de la toma de muestras de zooplancton ............................................................................ 50

Figura 2.7. Esquema del procedimiento para determinar biomasa con los métodos volumétrico y gravimétrico....... 52

Figura.3.1. Metodologías utilizadas en la captura de muestras de ictioplancton. a) y b) sumergibles FNRS II y Trieste

respectivamente, c) trampa de luz y d) red bongo. Tomado y modificado de Oceana (2010), Sánchez (2011)

y Guzmán (2012). .................................................................................................................................................................. 64

Figura.3.2. Protocolo empleado para el muestreo de la comunidad ictioplanctónica. a) red para muestreos costeros,

b) red para muestreos costa afuera, c) limpieza del colector, d) concentración de la muestra, e) vertimiento

al frasco de muestra y f) fijación. ........................................................................................................................................ 69

Figura 3.3. Protocolo empleado en laboratorio para la determinación de la biomasa volumétrica y biomasa húmeda

.................................................................................................................................................................................................... 70

Figura.4.1. Zonación de los métodos de muestreo empleados para monitorear el componente nectónico

(Ilustración de Luis Carlos Gámez y María del Pilar Parrado – INVEMAR). .......................................................... 80

Figura. 4.2. Calado de red de enmalle (a) y virado de red de enmalle (b) (Imagen CSC – INVEMAR). Diagramas de

redes de enmalle caladas a diferentes niveles en la columna de agua (c) (Arias, 1998), características de una

red de enmalle (d) (Herrera, 2006). .................................................................................................................................. 81


11

Figura.4.3. Diagrama descriptivo de un palangre horizontal de superficie (Ilustración de María del Pilar Parrado -

INVEMAR). ............................................................................................................................................................................... 82

Figura 4.4. Diagrama descriptivo de un palangre vertical (Ilustración de María del Pilar .................................................... 83

Figura.4.5. Diagrama de un tren de nasas (Ilustración de Maria del Pilar Parrado). ............................................................. 84

Figura .4.6. Tipos de nasas y materiales. Nasas cónicas de mimbre (a), nasas cilíndricas con armazón de madera (b)

(Arte de pesca, 2013); nasas tipo cajón, de armazón metálico y mallas plásticas (c) (Pesca profesional,

2013); nasas abatibles de armazón metálico y malla plástica (d) (Imagen CSC - INVEMAR). ............................ 85

Figura 4.7. a). Diagrama de una red bolichera (Izzo et al., 2010). b y c). Operación de un boliche con la comunidad

Wayuú en La Guajira (b y c) (Imagen CSC - INVEMAR). ............................................................................................ 86

Figura.4.8. Diagrama ilustrativo de las características de un chinchorro playero con falso copo (a), sin copo (b)

(Arias, 1998). Transporte de un chinchorro para su calado (c); virado de chinchorro playero (d), (Imágenes

CSC – INVEMAR). ................................................................................................................................................................. 87

Figura.4.9. Diagrama descriptivo de una atarraya con bolsa (c) (Bencosme, 2011). Uso de una atarraya sin

embarcación (a), utilización de una atarraya desde una canoa (b) (Imagen CSC – INVEMAR), ........................ 88

Figura.4.10. Ilustraciones de diferentes tipos de equipos de pesca eléctrica. Tipo mochila (a) (Somerset, 2003) o

back pack model (b) (Pradillo, 2011). Barcaza para remolcar o towed barge model (c) (Clough, 2009) y

botes tripulados o stunboat (d) (Fishbio, 2011). ............................................................................................................ 90

Figura.4.11. Desplazamientos sugeridos para el censo de buceo errante, para peces arrecifales. ................................... 91

Figura.4.12. Diagrama de algunos métodos de monitoreo mediante buceo (Ilustración de María del Pilar Parrado –

INVEMAR). ............................................................................................................................................................................... 92

Figura.4.13. Diagrama de equipos de para realización de censos con video (Ilustración de María del Pilar Parrado).93

Figura.4.14 Proceso de trabajo en campo para los muestreos de necton. ............................................................................. 95

Figura.4.15. Proceso de trabajo en laboratorio con muestras de peces.................................................................................. 96

Figura.5.1. Algunos tipos de muestreadores usados para estudios de la infauna en el mundo. a) Draga Petersen, b)

draga Okean, c) draga Smith–McIntyre y d) caja muestreadora tipo Reineck. Tomado de Eleftheriou y

Mclntyre, 2005. .................................................................................................................................................................... 105

Figura 5.2. Muestreadores de fondos blandos de mayor uso en estudios ambientales marinos. a) Nucleador (0,018

m 2 ); b) Draga van Veen (0,04 - 0,075 m 2 ); c) Box core para aguas profundas (0,0625 - 0,250 m 2 ). .............. 106

Figura 5.3. a). Red Beamtrawl (red de arrastre de vara). Modificado de http://www.fao.org/fishery/geartype. b). Red

arrastrable tipo Agassiz. Tomado de Eleftheriou y Mclntyre, 2005. ...................................................................... 107

Figura 5.4. a) Red de arrastre demersal tipo semi-globo. Tomada y modificada de Gage y Bett (2005), En:

Eleftheriou y Mclntyre, 2005.b) Trineo bentónico. Tomado de Zamorano et al. (2012). ............................... 107

Figura 5.5.Extracción de submuestras de meiofauna del sedimento recolectado. a) Box core, b) Nucleadores para

submuestras, c) Cortes de los núcleos para análisis de distribución vertical de la comunidad; d)

Almacenamiento de las muestras para transporte al laboratorio. .......................................................................... 112

Figura 5.6. Extracción del sedimento con diferentes muestreadores y procesamiento inicial de las muestras tanto en

embarcaciones menores (lanchas) como en barcos de investigación para obtener la macrofauna bentónica.

.................................................................................................................................................................................................. 113

Figura 5.7. Proporción de cable con respecto a la profundidad (alcance), cuando una embarcación tiene una

velocidad constante de 1 nudo para realizar una maniobra de arrastre sobre el fondo marino. Modificada

de Gage y Bett (2005), En: Elefttheriou y Mclntyse, 2005. ....................................................................................... 115

Figura 5.8. Procesamiento en laboratorio de las muestras para análisis de la macroinfauna bentónica. a) Cernido del

sedimento en tamiz de 500 µm; b) Separación de organismos en grupos mayores. ......................................... 116

12


Figura 5.9. Proceso de muestreo en campo para la recolección de epifauna. a) detección de un fondo arrastrable

con la ayuda de una ecosonda SIMRAD ES70. b) preparación de la red demersal tipo semi-globo para ser

lanzada. c) Colecta obtenida de un arrastre exitoso realizado a 300 m de profundidad. d). separación,

relajación y preservación en envases adecuados del material biológico recolectado. ...................................... 117

Figura 6.1. Esquema abreviado del procedimiento general en el mapeo y caracterización de praderas de pastos

marinos. ................................................................................................................................................................................. 131

Figura 6.2. Formato de campo ilustrando el mapeo y toma de datos en praderas de pastos (basado en Short et al.,

2008). ...................................................................................................................................................................................... 132

Figura 6.3 Mapeo de praderas mediante el uso del GPS .......................................................................................................... 132

Figura 6.4 a) Esquema del mapeo de una pradera realizado a partir de puntos de presencia ausencia y b) soporte de

inmersión para cámara digital. .......................................................................................................................................... 133

Figura 6.5. a y b) Toma de datos de atributos comunitarios mediante el empleo de cuadrantes de 50 x 50 cm. .... 134

Figura 6.6. Vista general del nucleador para tomar muestras de sedimento. a) corazonador sin la tapa superior

introducido en el sedimento y b) luego de colectar la muestra requerida, se tapa el corazonador y se

procede a sacar el material cuidadosamente. .............................................................................................................. 135

Figura 7.1 a,b y c Litorales rocosos costeros en el Caribe colombiano. .............................................................................. 161

Figura 7.2. Ubicación de cuadrantes para establecer cobertura viva de macroalgas y organismos sésiles coloniales en

caracterización de línea base o monitoreo en litoral rocoso. ................................................................................. 166

Figura 7.3 Ubicación de cuadrantes para establecer la cobertura viva de macroalgas y organismos sésiles coloniales

en una evaluación ecológica rápida en el litoral rocoso. ........................................................................................... 167

Figura 7.4 Muestreo con cuadrantes en las zonas de vida del litoral rocoso a) en el supralitoral, b) mesolitoral y c)

infralitoral. ............................................................................................................................................................................. 168

Figura 8.1 Playa de Taganga (Fotografía Paola Flórez). .............................................................................................................. 178

Figura 8.2 Zonación de las playas (Fotografía Paola Flórez). ................................................................................................... 179

Figura 8.3 a) ejemplar de la familia Ocypodidae, común en la franja litoral del Caribe colombiano (fotografía Paola

Flórez) y b) Playa de anidación de la especie Caretta caretta (fotografía Felipe Lazarus). ................................. 180

Figura 8.4. a y b) Muestreo por brújula para medición de pendiente en la playa (fotografía INVEMAR programa

GEO) ...................................................................................................................................................................................... 182

Figura 8.5. Levantamiento de perfiles de playa con nivel de precisión y una mira. Se registra hacia el mar hasta una

profundidad de -1,5 m y hacia tierra hasta ±100 m o hasta donde las condiciones lo permitan. Cortesía

INVEMAR (Programa GEO). ............................................................................................................................................ 183

Figura 8.6. Muestreo en litoral arenoso. a) Mediciones de la zonación; b) Toma de la muestra con corazonador o

corer; c) Lavado en campo de la muestra; d) Almacenaje de la muestra; e) Preservación; f) Muestra tomada

y etiquetada en litoral arenoso en las zonas supralitoral, mesolitoral e infralitoral. Tomado y modificado de

Sáenz et al. (2012). .............................................................................................................................................................. 186

Figura 9.1 Ecosistema de manglar típico. Sector Aguas Negras, Ciénaga Grande de Santa Marta, Colombia. .......... 194

Figura 9.2. Ilustraciones de las especies de manglar más comunes encontradas en Colombia. ..................................... 196

Figura .9.3: Herramienta en PVC usada para medir salinidad (Tomado y modificado de Gamba-Blanco et al, 2009).

................................................................................................................................................................................................. 200

Figura 9.4. Medición del DAP en árboles con raíces tabulares o “zancudas”, árboles ramificados por debajo de 1,3

m y en otras condiciones (Modificado de Dallmeier, 1992; Villarreal, 2006). ..................................................... 204

Figura 9.5 Medición de altura de los árboles (margen izquierdo) y forma de realizar los cálculos para determinar la

altura (margen derecho). Tomado de Phillips et al. IDEAM 2011. ......................................................................... 204


13

Figura.9.6. Método de cuadrantes centrados en un punto (PCQM). Se indican los puntos centrales de muestreo (1,

2, 3, n) ubicados a lo largo de un transecto y, las distancias medidas entre el punto central y el árbol más

cercano en cada uno de los cuadrantes (I, II, III y IV). Modificado de Mitchell (2007). ..................................... 205

Figura .9.7. Formato de campo para la toma de datos del Componente de Vegetación. Método de los cuadrantes

centrados en un punto (PCQM). ..................................................................................................................................... 205

Figura .9.8. Individuo de Laguncularia racemosa. Se muestra un aro de pintura fosforescente correspondiente a la

zona donde se mide el DAP. ............................................................................................................................................ 206

Figura.9.9. Formato de Campo para la toma de datos del componente de vegetación. Método de las parcelas

permanentes (PPC) ............................................................................................................................................................. 207

Figura 9.10 Metodología a seguir para el desarrollo de estudios de impacto ambiental en el ecosistema de manglar.

.................................................................................................................................................................................................. 209

14


ÌNDICE DE ANEXOS

Anexo 11.1. Formato para la captura de datos de campo en los muestreos ictioplanctónicos ..................................... 216

Anexo 11.2. Rotulo propuesto para el etiquetado de muestras. ........................................................................................... 217

Anexo 11.3. Formato de laboratorio. Captura de datos sobre composición y abundancia de larvas y huevos de

peces. ...................................................................................................................................................................................... 218

Anexo 11.4. Ejemplo de matriz biológica. Construcción basada en los datos de composición y densidad

ictioplanctónica. ................................................................................................................................................................... 219

Anexo 11.5. Formato de laboratorio Captura de datos biomasa volumétrica (red 300 µm), de arrastres

ictioplanctónicos. ................................................................................................................................................................. 221

Anexo 11.6. Formato de laboratorio. Captura de datos biomasa húmeda (red 300 µm), de arrastres

ictioplanctónicos. ................................................................................................................................................................. 222

Anexo 11.7. Matriz biomasas. Construcción basada en los datos obtenidos en laboratorio de la biomasa

volumétrica y gravimétrica. ............................................................................................................................................... 223

Anexo 11.8. Relación entre el ángulo de inclinación de la guaya y la profundidad a la cual se desea tomar la muestra

................................................................................................................................................................................................. 224

Anexo 11.9. Bitácora de campo para muestreos biológico ..................................................................................................... 225

Anexo 11.10 Especies de pastos marinos reportadas para Colombia. ................................................................................. 226

Anexo 11.11 Formato estándar de toma de datos para las características estructurales. .............................................. 228

Anexo 11.12 Imagen de la escala de cobertura de fanerógamas marinas empleada en el monitoreo de SeagrassNet

................................................................................................................................................................................................. 229

Anexo 11.13. Planilla para toma de información en campo ..................................................................................................... 230


15

16


INTRODUCCIÓN

En el marco del Convenio Interadministrativo No. 262 de 2012 suscrito entre el Instituto de

Investigaciones Marinas y Costeras - INVEMAR y la Agencia Nacional de Hidrocarburos - ANH, se

acordó aunar esfuerzos técnicos, económicos, administrativos, humanos y financieros para el

fortalecimiento institucional del INVEMAR y la definición de los estándares para el desarrollo de los

estudios ambientales en ecosistemas marinos y costeros con énfasis en exploración de hidrocarburos

costa afuera.

La ejecución del presente convenio consta de dos actividades: 1. Elaboración de la primera fase del

manual, el cual incluye un documento escrito con los métodos utilizados para la caracterización y el

monitoreo de las comunidades solicitadas en los términos de referencia (TdR) de la Agencia Nacional de

Licencias Ambientales (ANLA) para actividades de perforación costa afuera y 2. Adquisición y

fortalecimiento de equipos tendientes a atender la demanda de estudios ambientales del sector

hidrocarburos.

Este documento corresponde a la primera fase del manual, cuyo contenido en su totalidad está dividido

en cuatro partes: 1. Diseño y Planificación de Muestreos. Incluirá recomendaciones relacionadas

con los aspectos técnicos y operativos del muestreo. Incluirá las recomendaciones de las estrategias

generales para el diseño de muestreo: ubicación de estaciones, frecuencia muestreal (consideraciones

climáticas y del proyecto), gradientes horizontales y verticales. 2. Análisis de Información Primaria.

La estadística como herramienta para establecer efectos ambientales. Incluye índices de diversidad,

técnicas univariadas y multivariadas. Cómo y cuándo pueden ser usadas. Breve descripción de las

técnicas, que incluya los prerrequisitos y la forma de presentación de los resultados de las mismas. Uso

de las mimas como herramienta para establecer efectos ambientales. 3. Procedimientos en Campo y

Laboratorio, la cual a su vez se divide en tres ambientes: i. Ecosistemas acuáticos, incluye comunidades

planctónicas (fitoplancton, zooplancton e ictioplancton), nectónicas y bentónicas (fondos blandos, fondos

vegetados y fondos duros). ii. Ecosistemas terrestres costeros, incluye comunidades de litoral (rocoso y

arenoso) y vegetación costera. iii. Medio socioeconómico, incluye caracterización pesquera y otros

aspectos no pesqueros (en los Términos de Referencia para Proyectos Costa Afuera propuestos, se

propuso considerar los lineamientos de participación, dimensión demográfica, dimensión espacial,

dimensión económica (usos productivos y equipamiento urbano), dimensión cultural, aspectos

arqueológicos, dimensión político-administrativa, presencia institucional y organizaciones comunitarias).

4. Estudio de caso. Se presentarán los resultados de un proyecto realizado en Colombia explicando

cada una de las fases.

En la primera fase del manual se desarrollan por capítulos los procedimientos en campo y laboratorio de

los ecosistemas acuáticos y terrestres costeros, particularmente de las siguientes comunidades:

fitoplancton, zooplancton, ictioplancton, necton, fondos blandos, arrecifes de coral, pradera de

fanerógamas y fauna asociada, litoral rocoso, litoral arenoso, manglares y fauna asociada a las raíces de

mangle. Cada capítulo de manera general incluye:

• Introducción: Incluye conceptos generales, descripción de los principales grupos taxonómicos

(si es el caso), antecedentes (incluir estudios en el Caribe y en el Pacífico) y finalmente, el uso

de la comunidad en particular determinar posibles efectos ambientales.

• Revisión de metodología: Breve reseña de los métodos existentes, que han sido

históricamente de mayor uso y aceptados por la comunidad científica.


17

• Factores abióticos: Criterios para seleccionar las variables fisicoquímicas que tienen incidencia

directa en la estructura y el funcionamiento de la comunidad en mención. No se describirán

los métodos analíticos para determinar dichas variables, se hará referencia a manuales

estándares.

• Métodos de campo: Incluye aspectos relacionados con: recolección de muestras (materiales y

equipos), preservación, rótulos y formatos de campo. Se hacen recomendaciones

relacionadas con el mantenimiento de las muestras a fin de garantizar la calidad de los

resultados. Por ejemplo, forma de garantizar la cadena de frio para muestras que así lo

requieran.

• Métodos de laboratorio: Análisis cualitativo. Se recomienda el nivel taxonómico mínimo para

que la comunidad pueda ser utilizada como posible indicador de efectos ambientales

derivados de obras civiles. Análisis cuantitativo de la comunidad, se hacen las

recomendaciones del caso para obtener la mayor cantidad de datos posible a partir de las

muestras colectadas. Finalmente, se presentan ejemplos de formatos de laboratorio y de la

elaboración de matrices a ser empleadas en el análisis estadístico.

18


ALCANCE DEL CONVENIO

OBJETIVO GENERAL

Fortalecimiento de los métodos de campo para estudios ambientales en ecosistemas marinos y costeros

con énfasis en exploración de hidrocarburos costa afuera

OBJETIVOS ESPECÍFICOS

• Elaborar la primera fase del manual de métodos de campo para estudios ambientales en

ecosistemas marinos y costeros con énfasis en exploración de hidrocarburos costa afuera

• Incrementar la capacidad de investigación científica y tecnológica del país a través del

fortalecimiento del equipamiento del INVEMAR con algunos equipos de alta tecnología para

muestreos en ambientes costa afuera, como base para su conocimiento y desarrollo en el

contexto nacional.


19

20


FITOPLANCTON

FITOPLANCTON

Paulo Tigreros Benavides


21

MANUAL DE MÉTODOS DE ECOSISTEMAS MARINOS Y COSTEROS

22


FITOPLANCTON

1 FITOPLANCTON

1.1 INTRODUCCIÓN

El plancton es un componente vital de las redes tróficas marinas y dulceacuícolas, reconociendo en esta

comunidad a dos grupos principales diferenciados con base en su alimentación: uno es de tipo autótrofo

donde se incluye al fitoplancton y el otro heterótrofo que alberga al zooplancton. La palabra fitoplancton

proviene de la palabra griega “phyton” o planta y “planktos” o vagabundo. Son variadas las definiciones

que se encuentran en la literatura científica a cerca de éste colectivo (Zeitzschel, 1978; Harris, 1986;

Reynolds, 2006), pero todos concuerdan en su funcionalidad: la producción primaria, a partir de la cual

inicia la transferencia de materia y energía a eslabones superiores de las redes tróficas. Habitan en el

medio acuático pelágico, tanto dulceacuícola como marino, concentrándose en este último hacia la zona

nerítica o costera ya que en ella encuentran un mejor aporte de nutrientes proveniente de sistemas

acuáticos continentales o a través de la escorrentía. Así mismo, se localizan en los primeros metros de la

columna de agua, en donde la luz es suficiente para desencadenar los procesos fotosintéticos de los

cuales se sustenta gran parte de la comunidad marina pelágica y bentónica. Los organismos del

fitoplancton se distribuyen a través de muchos de los principales clados del árbol de la vida, incluyendo

procariotas y eucariotas, que adquirieron la fotosíntesis a través del proceso de endosimbiosis y que en

conjunto representan más del 45% de la producción primaria neta en el planeta (Simon et al., 2009).

Dentro del fitoplancton actual las diatomeas, junto con los dinoflagelados y los haptofitos, dominan las

comunidades sobre la plataforma continental y son los responsables de florecimientos estacionales en

aguas temperadas y polares siendo los principales productores primarios dentro de las clases de talla del

nano (2 - 20 µm) y del microfitoplancton (20 - 200 m). En aguas oceánicas toman importancia las

cianofíceas cuyo interés radica en que sus especies son capaces de utilizar y fijar nitrógeno gaseoso

disuelto (N 2), mientras que otros organismos del fitoplancton pueden solamente utilizar formas

combinadas de nitrógeno tales como nitrato, nitrito y amonio. En cuanto a la sistemática de la

comunidad, se encuentran variados compendios, pero todos reflejan la amplia diversidad del fitoplancton

(Figura 1.1), encontrando reportes que hablan de unas 4.000 (Simon et al., 2009) a 5.000 especies (Tett y

Barton, 1995), a otros que superan por demás a esta cifra y exponen la cantidad de 200.000 tan solo

para las diatomeas (Armbrust, 2009).

Figura 1.1. Aspecto general de una muestra fitoplanctónica revelando la amplia diversidad de esta

comunidad.


23


Diferentes estudios que abordan el tema de la estructura del fitoplancton del Caribe colombiano, basada

en la composición y densidad de especies, reflejan que estos atributos varían en espacio y tiempo

condicionados por las características climáticas presentes. Para el Departamento del Magdalena se cuenta

con los trabajos de Caycedo (1977) y Ramos (2005) y algunos autores que abordan el efecto de la

surgencia como Tigreros (2001), Torres (2007) y Ramírez-Barón et al. (2010). En el Departamento de

Bolívar, específicamente en la Bahía de Cartagena la caracterización fitoplanctónica de las aguas costeras

fue abordada en el trabajo de Vidal y Carbonell (1977), Carbonell (1982), Arias y Durán (1984), Suárez et

al. (2007) y Osorio (2010). Para este mismo ecosistema, pero enfocados en aguas portuarias y de lastre

de buques de tráfico internacional se encuentran los estudios de Cañón et al. (2005), Gavilán et al. (2005)

y Suárez (2007). Los ecosistemas estuarinos también han sido abordados contando con trabajos en la

Bahía de Cispatá (Vásquez, 2006), Golfo de Morrosquillo (López y Cañón, 2010) y en la Ciénaga Grande

de Marta (Vidal, 1995;Ruíz,1999;Vidal, 2010), algunos con el fin de asociar eventos de mortandad de

peces y animales domésticos con la proliferación de algas nocivas (Bula, 1985; Mancera y Vidal, 1995).En

la región de La Guajira se han realizado estimaciones de biomasa, productividad, composición, densidad y

algunas consideraciones de tipo ecológicas por Corredor (1977),Silva y Torres (1991),Duarte

(1996),Colorado (2003), Cortés et al. (2011) y Sánchez-Ramírez et al.(2012). A estos se suman las

contribuciones en áreas oceánicas deTéllez et al. (1988), Solano et al. (2008), Lozano-Duque et al. (2010)

y específicamente en áreas insulares las de Vargas-Castellanos (2008) y Campos-González et al. (2011).

En el Caribe colombiano, esta comunidad también ha sido objeto de estudios que implican flujos de

energía (Ramírez y Rincón, 2001) y acoplamiento océano-atmósfera (García, 2008).

En el Pacífico colombiano se cuenta con los trabajos en estructura comunitaria que incluyen inventarios

de diatomeas y dinoflagelados de Calderón (1979), Corchuelo y Moreno (1983), Delgado y Leyton

(1985), Montagut y Castillo (1989), Peña (1997), Peña y Pinilla (2002) y Ramírez et al. (2006).El tema de

las proliferaciones algales nocivas también ha sido abordado (Maldonado, 1978; García-Hansen et al.,

2004). A diferencia del Caribe colombiano, en el Océano Pacífico ecuatoriano y peruano ocurren fases

cálidas y frías conocidas como “El Niño Oscilación del Sur - ENOS”, el cual involucra dos etapas

opuestas, pero que interactúan estrechamente, a menudo referidas como eventos cálidos o El Niño y

eventos fríos o La Niña (a veces denominados anti-El Niño).Esta variación de las condiciones, afecta la

composición de la comunidad en las aguas del Pacífico colombiano; de ésta manera durante condiciones

El Niño la presencia de aguas cálidas ocasiona la disminución en la abundancia pero favorece la presencia

de especies termófilas y de hábitos oceánicos, mientras que ocurre lo contrario en condiciones La Niña

(Constain y Delgado, 1985; Castillo y Viscaíno, 1992; Garcés y Medina, 1997; Medina, 1997; Medina,

1998; García, 2001; Uribe, 2003; Arteaga et al., 2008).

Los estudios enfocados en la estructura de esta comunidad han resultado ser una herramienta útil en el

manejo de áreas afectadas por eventos como el cambio climático, las floraciones algales nocivas, la

eutrofización y las especies invasoras, debido a que la composición de especies y la abundancia relativa

de diferentes grupos algales son determinantes en la estructura y función de los ecosistemas acuáticos

(Lozano-Duque et al., 2010).A causa de sus ciclos vitales cortos, el fitoplancton constituye un

bioindicador muy promisorio; por otra parte refleja fluctuaciones ambientales ya que responden

rápidamente a los cambios que pueden ocurrir en las masas de agua por procesos naturales o antrópicos

(Jaanuset al., 2009; Rissik y Suthers, 2009).Un ejemplo específico lo constituyen las cianobacterias,

reconocidas por ser indicadoras de cambios en las condiciones ambientales asociados a elevadas

concentraciones de fosfatos y amonio, altas temperaturas y eutrofización en las zonas costeras que

puede afectar la estructura comunitaria (Loza et al., 2007; PaerlyHuisman, 2009; Dobalet al., 2011).

24


FITOPLANCTON

1.2 REVISIÓN DE METODOLOGÍA (OVERVIEW)

No existe un solo método de muestreo general, este se basa en la pregunta a resolver, la precisión

requerida y el presupuesto. Debido a su distribución en parches tanto en espacio (vertical y horizontal) y

en tiempo (día-noche, entre condiciones climáticas), muestrear bajo estas diferentes características

puede afectar los resultados y su interpretación. Tradicionalmente los métodos existentes se han basado

en aquellos que permiten análisis de tipo cualitativo y los que facilitan un análisis cuantitativo (Figura 1.2).

Sin importar la metodología de colecta es aconsejable realizarla en las mismas estaciones y profundidades

en las que se tomen muestras fisicoquímicas y otras muestras biológicas, para tener información

complementaria que permita la interpretación de los resultados.

a b c d

e

Figura 1.2. Equipos de muestreo tradicionales empleados para el muestreo cualitativo a) red de 25

µm, b) botella Niskin vertical de 5 L, c y d) equipos empleados para el muestreo mixto mediante de

tubos PVC y e) técnicas modernas de sensores remotos donde se muestran las principales

asociaciaciones de los tipos funcionales del fitoplancton (Demarcq et al., 2012)

Debido a que en algunos ambientes el fitoplancton se presenta en densidades moderadas o bajas, se

necesita una concentración de la muestra para lo cual las redes de plancton constituyen el método más

tradicional de muestreo para evaluar la composición (Reguera et al., 2011), empleando micra jes de 10-

20 µm para concentrar las especies raras lo que resulta adecuado para células grandes como las

diatomeas, pero con el inconveniente de que la mayor parte del fitoplancton en el mar es menor a este

tamaño, incluso inferior a 2 µm (Suthers et al., 2009). Aunque el método se considera no selectivo tiene

la ventaja de filtrar un gran volumen de agua en un solo arrastre vertical u horizontal. La retención en la


25


red depende de muchos factores como la densidad del fitoplancton, la velocidad del arrastre, la calidad y

el tipo de material. La filtración se hace más lenta cuanto más pequeño sea el micraje, provocando un

exceso de presión en la malla generando la extrusión del material y remolinos en la entrada del cono de

filtración provocando la evasión de elementos del plancton con natación activa (Balech, 1977). Es por

esta razón que la lectura que daría un flujometro adaptado a la boca de la red no permitiría una

determinación real del volumen filtrado haciendo de esto una práctica incorrecta.

1.2.1 Muestras destinadas al análisis cuantitativo

Además de la composición, los estudios ecológicos requieren la evaluación de la abundancia de la

especies por lo que se requiere colectar volúmenes conocidos de agua para lo cual las botellas

oceanográficas cumplen con este objetivo. Así mismo poseen la ventaja de permitir la toma demuestras a

una profundidad específica de la columna de agua; de esta manera si se lanza un número suficiente de

botellas por estación de muestreo, se logra describir la distribución vertical de las especies de interés

(Reguera et al., 2011).

Otros equipos permiten un análisis mixto de las muestras, tal es el caso de las mangueras y tubos

muestreadores. Debido al interés generado por el transporte de organismos del plancton a través de las

aguas de lastre de los buques de tráfico internacional, las bombas de succión se han convertido en una

herramienta muy útil en programas de muestreo accediendo a los tanques por medio de los “sounding

pipes” o tubos de sondeo (Raaymakers, 2003).Los métodos modernos incluyen las técnicas de sensores

remotos derivados del sensor Sea-viewing Wide Field-of-View Sensor (SeaWiFS), además de la

ocurrencia relativa de tipos funcionales (PhytoplanktonFunctionalType–PFT) del set de datos PHYSAT

(también derivado de datos SeaWiFS)que son empleadas para el estudio de patrones a gran escala

relacionados con la variabilidad estacional del fitoplancton marino (Yoder y Kennelly, 2003; Alvain et al.,

2005; Platt y Sathyendranath, 2008; Vantrepotte y Mélin, 2009; Demarcqet al., 2012).

1.3 FACTORES ABIÓTICOS

La cantidad de fitoplancton en el agua refleja la influencia de un número de factores ambientales y

procesos de competencia que pueden ser denominados como “bottom up”, tales como aquellos

causados por los nutrientes y luz (disponibilidad del recurso), o “top down” generados por copépodos u

otros pastoreadores. De éstos, los primeros son los de mayor consideración en estudios ecológicos

(Follows et al., 2007), por lo que la determinación de nutrientes en el medio es uno de los factores

abióticos de principal importancia en estudios de fitoplancton. Específicamente son importantes las

formas nitrogenadas como el nitrito, el nitrato y el amonio, siendo este último la forma más útil de

asimilar el nitrógeno y de construir aminoácidos (Lalli y Parsons, 1997). Por su parte, para las diatomeas

se hace esencial el ácido silícico para formar una estructura llamada frústula que conforma su pared

celular; por ello, la disponibilidad de silicio es un factor clave en la regulación de su crecimiento (Dugdale

y Wilkerson, 1998).Sin embargo, la presencia de nutrientes no necesariamente conduce a un incremento

en la biomasa del fitoplancton, tal como ha sido determinado en las denominadas zonas HNLC (High

Nutrients Low Chlorophyll) donde se presentan altos niveles de nutrientes y bajas concentraciones de

clorofila debido a una limitación por hierro (Lalli y Parsons, 1997). No obstante, aunque el hierro es

considerado como el recurso limitante en dichas zonas, estudios revelan una potencial limitación del zinc

sobre los ensamblajes naturales de fitoplancton ya que se han observado algunos efectos estimulantes de

este elemento sobre la productividad primaria y los procesos relacionados a la toma de nutrientes

(Crawford et al., 2003; Franck et al., 2003).

Otros factores fisicoquímicos que presentan incidencia directa en la estructura y funcionamiento de esta

comunidad, resultando en efectos sobre la producción primaria son:

26


FITOPLANCTON

• Radiación solar

Que afecta directamente a la temperatura y a la intensidad lumínica.; la primera con efecto en la tasa de

fotosíntesis (Berry y Bjorkman, 1980; Davison, 1991) y la segunda sobre la distribución de los organismos

al delimitar dos zonas ecológicas de vital importancia para el fitoplancton marino: la fótica y la afótica

(Barnes y Hughes, 1999).

• Salinidad

Ocasiona estrés osmótico en las células con su consecuente toma o pérdida de iones que pueden causar

efectos inhibitorios sobre procesos fisiológicos (Fry et al., 1986; Molitor et al., 1986). Una de las ventajas

de la determinación de esta variable en aguas marinas es que aporta evidencia de la entrada de aguas

continentales por descargas de ríos o escorrentía, la cual además de aportar nutrientes, acarrea una

microflora continental diferente lo que puede conllevar a alteraciones en la composición y en la

abundancia de las especies.

• pH

Sus variaciones pueden afectar un amplio número de procesos fisiológicos, particularmente la actividad

de importantes enzimas extracelulares del fitoplancton (Xu et al., 2006). De manera adicional el efecto

de las diferentes formas iónicas del sistema del carbono, que regulan el pH del agua de mar, como son la

alcalinidad total, el CO 2 total y la presión parcial de CO 2 pueden alterar la presencia o ausencia de

especies (Tigreros y Franco, 2012).

Como complemento a estos factores abióticos, la inclusión de factores bióticos como los pigmentos

fotosintéticos facilita la interpretación de los resultados ya que permiten inferir biomasa y la presencia de

diferentes grupos de acuerdo a la variación pigmentaria. El pigmento dominante es la clorofila a, pero

también están presentes las clorofilas b y c, y pigmentos accesorios (carotenos, xantofilas y ficobilinas)

que pueden estar involucrados en dicha conversión (Jeffrey et al., 1997).

Para la medición de los parámetros de temperatura, salinidad y pH se emplean sondas individuales o

multiparamétricas (Figura 1.3) cuyos cuidados incluyen la adecuada calibración de las mismas antes de

cada labor de muestreo. Para tal efecto se debe consultar el manual de cada equipo y seguir las

instrucciones respectivas. En el caso de la temperatura superficial del mar y del fotopigmento clorofila a,

las mediciones satelitales también pueden ser de utilidad para lo cual se trabajan bases de datos e

imágenes satelitales como las suministradas por la Universidad de South Florida (USF) - IMARS

(Institutefor Remote Marine Sensing). En el caso de la salinidad el tema del sensoramiento remoto se ha

abordado recientemente mediante el programa AQUARIUS de la Administración Nacional de

Aeronáutica y del Espacio (NationalAeronautics and SpaceAdministration-NASA).

a b c

Figura 1.3. Proceso de colecta de muestras a profundidad mediante a y b) roseta muestreadora

y c) lectura de parámetros fisicoquímicos mediante sondas.


27


1.4 MÉTODOS DE CAMPO

Aunque la colecta de las muestras es el objetivo principal del trabajo de campo, las anotaciones y

observaciones previas de las condiciones oceanográficas son indispensables. Para tal efecto se pueden

consultar fuentes en tierra como la información suministrada por estaciones meteorológicas o informes

mensuales como los generados para Colombia por el Centro de Investigaciones Oceanográficas e

Hidrográficas – CIOH o del Instituto de Hidrología, Meteorología y Estudios Ambientales–IDEAM.

1.4.1 Equipos

Una vez definidas las condiciones en las que se va a realizar el muestreo, la preparación de los materiales

es de suma importancia. Estos se pueden dividir en tres grandes grupos: de protección personal (que

depende de la normatividad para el país; sin embargo, dentro de este no puede faltar overol, chaleco

salvavidas, casco o gorra, botas y guantes), de colecta (basado en la toma de muestras cualitativas o

cuantitativas) y de almacenamiento (incluye neveras de fibra de vidrio, refrigeradores y congeladores).El

siguiente listado se constituye en una ayuda de los equipos y materiales que se debe incluir en un

muestreo.

• Equipos de protección personal.

• GPS portátil y ecosonda.

• Tablas acrílicas o agenda de campo para anotación.

• Cámara fotográfica y/o filmadora, computador portátil.

• Sondas multiparamétricas previamente calibradas, CTD, u equipo de lectura in situ de salinidad,

temperatura, pH y oxígeno disuelto. Si el Oxígeno se va a trabajar mediante el método Winkler

incluir lo necesario.

• Disco Secchi con peso y cabo metrado, aconsejando cada 25 cm.

• Red de plancton de 20 µm con peso y cabo metrado, aconsejando cada 1 m.

• Botella oceanográfica con cabo metrado. El equipo puede variar dependiendo del método

escogido.

• Inclinómetro para determinar ángulos de los cabos o guayas durante los lances.

• Frascos lavadores con agua de mar filtrada.

• Recipientes plásticos de boca ancha con tapa de rosca de diferentes capacidades nominales para

almacenamiento de muestras. Los de vidrio no se aconsejan por el peligro potencial de ruptura

en condiciones de fuerte oleaje; no obstante algunos parámetros químicos requieren de este

material.

• Recipientes plásticos ambar de boca pequeña con tapa de rosca de capacidades nominales entre

1 a 5 L para almacenamiento de muestras destinadas a la determinación de fotopigmentos.

• Pipetas (o dosificadores automáticos) y soluciones fijadoras (lugol o formol).

• Rotuladores, marcadores indelebles, lápices y rótulos.

• Repuestos o duplicación de todos los equipos.

28


FITOPLANCTON

1.4.2 Métodos

Una vez geoposicionada cada estación de muestreo, en los muestreos diurnos la determinación de las

profundidades es esencial para la toma de muestras. Un equipo de gran utilidad para este fin es el disco

Secchi cuya lectura se aconseja por el lado sombreado del bote. Sin embargo, la profundidad Z a la cual

se extingue un porcentaje de luz determinado debe entenderse como una aproximación ya que se basa

en una medición apreciativa como es la transparencia Secchi (Figura 1.4). Así pues, en aguas oceánicas

muy transparentesla capa fótica y profundidad de compensación, es decir aquella en donde el oxígeno

producido por fotosíntesis es igual al consumido por respiración, es mucho más profunda que en aguas

costeras de elevada turbidez. Para calcular las profundidades a las cuales se obtiene un determinado

porcentaje de intensidad lumínica se emplea el procedimiento descrito por la Ley de Lambert.

Figura 1.4. Disco Secchi útil para determinar profundidades basadas en la reducción de la

intensidad o atenuación de la luz que ingresa a la superficie

Determinación de la profundidad Secchi y cálculo de profundidades de muestreo basadas en intensidad

lumínica.

Ley de Lambert

Donde:

Iz = medida de la intensidad lumínica incidente a la profundidad Z.

Io = intensidad original en superficie.

e = base del logaritmo natural.

K = coeficiente de extinción o porcentaje de luz original retenida en la profundidad Z.

Para calcular K, se asume lo siguiente:

El INVEMAR trabaja con el valor de 1,7 en aguas oceánicas claras y 1,44 en aguas costeras turbias; sin

embargo, se encuentran valores de 2,7 como el trabajado por Reguera et al. (2011) en aguas oceánicas.

Para calcular la profundidad a la cual se extingue un porcentaje de luz determinado:


29


De esta manera, si en aguas oceánicas la profundidad Secchi fue de 10 m, la profundidad a la cual llega el

1 % de la intensidad lumínica es de 27 m.

Una vez determinadas las profundidades antes de realizar el muestreo se procede a anotar la hora,

estado de marea y toda la información meteorológica posible (vientos, cobertura del cielo, lluvias en días

previos). Para el muestreo cualitativo se realiza el lance para arrastre horizontal o vertical de la red, en

cuyo caso ésta debe lastrarse. Una vez recogida se procede a lavar el colector con agua de mar filtrada y

el paso siguiente se basa en el tiempo que transcurre entre la toma de la muestra y el análisis óptico de

la misma (Figura.1.5).

a b

Figura.1.5. a) Arrastre horizontal de fitoplancton en red de 25 µm y b) lavado de la misma.

Tiempo transcurrido a partir de la colecta

• De ser posible observar inmediatamente ya que algunas especies desnudas son difíciles de

reconocer en muestras fijadas.

• Siguientes 24 horas: filtrar el arrastre a través de malla de 150 μm para eliminar organismos

zooplanctónicos y diluir el arrastre con agua de superficie para que se mantenga en mejores

condiciones.

• Posterior a 24 horas: fijación con formol (4 % de concentración final).

Para el caso del muestreo cuantitativo mediante botella oceanográfica las muestras deben almacenarse y

para evitar su deterioro se emplean soluciones preservantes siendo las más reconocidas el lugol y el

formaldehído. La solución de Lugol consiste en una mezcla de Yodo con Yoduro de potasio más

formaldehido (Figura 1.6) se emplea para periodos de conservación cortos (pocos meses) y en oscuridad

ya que este se degrada por fotooxidación por lo que se debe controlar periódicamente la coloración de

la muestra y si es necesario agregar más reactivo. El formaldehído se emplea en una concentración

cercana al 4 % preparado con agua de mar filtrada y neutralizado. Resulta adverso para muchas células,

pero es adecuado para la conservación permanente de las muestras y debido a su naturaleza tóxica se

requiere el uso de EPP como guantes, gafas y mascarilla, siempre trabajando en un área ventilada.

30


FITOPLANCTON

a b

Figura 1.6. Toma de muestra cuantitativa mediante a) botella Niskin y b) adición con lugol como

solución persevante.

1.5 MÉTODOS DE LABORATORIO

1.5.1 Análisis cualitativo

De cada muestra se realizan montajes en placas porta-cubreobjetos observándolas en un microscopio

óptico cubriendo toda su superficie en 10 X y 40 X determinando la presencia/ausencia de los

organismos. El número de placas valoradas se determina construyendo una gráfica de su cantidad contra

el número acumulado de especies, realizando montajes hasta que no aparezcan registros nuevos. Se

recomienda que el equipo presente cámara digital para microscopía acoplada y conectada a un

computador para la toma de imágenes digitales de los especímenes (Figura 1.7).

Figura 1.7. Curva de especies acumuladas empleadas en análisis cualitativos trabajadas en

microscopio óptico convencional.


31


1.5.2 Análisis cuantitativo

En las muestras con frecuencia las especies se encuentran en concentraciones que hacen difícil

suobservación directa mediante métodos tradicionales de microscopía óptica, haciendo necesario

proceder a su concentración para lo cual se emplean el filtrado a través de mallas o filtros con una

apertura deporo conocida, la centrifugación de un volumen conocido de muestra y posterior

resuspensión del material sedimentado y la sedimentación de un volumen conocido de agua en cámaras

de superficie calibrada (Reguera et al., 2011). Dentro de estas últimas, las cámaras del método Utermöhl

(Utermöhl, 1958) son de uso generalizado y facilitan determinar el tamaño individual de las especies, su

forma y biovolumen. El método se basa en la sedimentación de una alícuota de agua de mar y presupone

que las células presentan una distribución dePoisson en la cámara de conteo. Los pasos a seguir para

preparar los montajes se resumen en la Figura 1.8. Aunque el nivel de identificación taxonómico se

relaciona con el objetivo del estudio, es aconsejable trabajar hasta el más bajo posible siempre que el

tiempo y la destreza lo permita. El conteo inicia con un escaneo general a baja magnificación de la

densidad y distribución en la placa realizando un listado preliminar de especies.Una adecuada

comparación entre muestras, regiones y condiciones climáticas requiere trabajar en el mismo aumento.

Para la observación usualmente se recurre al conteo de un número determinado de células (colonias o

filamentos) o a la observación de toda la cámara (Edler y Elbrächter, 2010). La precisión del análisis se

expresa como límite de confianza (± n%) con un nivel de confianza del 95% como se extrae de los

cálculos de Andersen y Throndsen (2004) presentados en la Tabla 1.1 y que se encuentran citados en

Karlson et al. (2010) y Reguera et al. (2011). De ésta manera, si en la muestra se cuantifican 100 células

de la especie más abundante la precisión del conteo es de ±20%, si se cuentan 200 es de ±14%. Si se

requiere una mayor precisión se hace necesario incrementar las unidades contadas. Actualmente se

busca reducir el tiempo de identificación con mayor eficiencia desarrollando los investigadores nuevas

técnicas que permitan esta labor con mayor facilidad que incluyen el uso de sistemas automatizados de

identificación y conteo óptico-digitales (Álvarez et al., 2008).

Tabla 1.1. Relación entre el número de células contadas y el límite de confianza, con un nivel de

significancia del 95%.

Número de células contadas Limite de confianza (± n%) con un nivel de confianza de 95%

1 200

2 141

3 116

4 100

5 89

6 82

7 76

8 71

9 67

10 63

15 52

20 45

25 40

50 28

100 20

200 14

400 10

500 9

1000 6

32


FITOPLANCTON

Figura 1.8. Secuencia recomendada para preparar las placas en las cámaras de

sedimentaciónUtermöhl.

1.6 LITERATURA CITADA

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40


ZOOPLANCTON

ZOOPLANCTON

María del Pilar Martínez Barragán


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42


ZOOPLANCTON

2 ZOOPLANCTON

2.1 INTRODUCCIÓN

El zooplancton, está constituido por un amplio conjunto de organismos heterótrofos acuáticos, en su

gran mayoría microscópicos y con una débil o nula capacidad de desplazamiento. Estos, son considerados

de gran importancia trófica, debido a que son el principal nexo para la transformación y transferencia de

la energía producida por el fitoplancton mediante fotosíntesis, a niveles superiores como peces pelágicos,

algunos de interés comercial. Entre otras de sus funciones se encuentra el participar en el ciclo de vida

de otros organismos como hospedadores intermediarios y bioindicadores ambientales, pesqueros e

hidrológicos (Wickstead, 1965; Margalef, 1972; Boltovskoy, 1981; Longhurst y Pauly, 1987; Franco et al.,

1992; Gasca y Suárez 1996;Cifuentes-Lemus et al., 1997).

Este grupo, cuyo movimiento se encuentra modulado por las corrientes, exhibe una gran variedad de

organismos de casi todos los fila de invertebradosen donde prevalecen los de hábitos filtradores

(herbívoros)y omnívoros. Su clasificación puede ser en función de su tamaño (<2µm – 200 cm), afinidad

ecológica y distribución; sin embargo, una de las categorizaciones más relevantes se basa en su desarrollo

dividiéndolos en: holoplanctónicos y meroplanctónicos (Wickstead, 1965; Boltovskoy, 1981; Gasca y

Suárez, 1996). Los individuos que forman el holoplancton se caracterizan por cumplir todo su ciclo

biológico en el plancton, en este grupo se destaca por su alta abundancia y diversidad la subclase

Copepoda. Por otro lado, en el meroplancton se incluyen aquellos organismos que solamente en etapas

tempranas de su ciclo de vida forman parte del plancton y al crecer adquieren hábitos bénticos o pasan a

formar parte del necton. Entre estos se encuentran las larvas de poliquetos, moluscos, crustáceos, peces,

entre otros (Boltovskoy, 1981; Gasca y Suárez, 1996) (Figura. 2.1).

La composición, densidad y distribución de la comunidad zooplanctónica, se encuentra modulada por el

patrón de circulación (tanto local como regional) y por procesos oceanográficos multiescalares que

determinarán las características físicas, químicas y biológicas de la columna de agua (Parson et al., 1984;

Mullin, 1993). Entre los factores físicos que afectan al zooplancton se destacan la salinidad, temperatura,

pH y nutrientes (Alldredge y King, 1977; Sale et al., 1978; Lewis y Boers, 1991) y a nivel biológico

sobresalen la concentración de fitoplancton (Lewis y Boers, 1991), los periodos reproductivos (Moore y

Sander, 1976) y el grado de depredación por parte de los peces (Heidelberg et al., 2004). Debido a esta

estrecha relación entre las características físicas, químicas y biológicas del medio con la estructura y

distribución del zooplancton, se le considera a este grupo como un buen bioindicador del estado de los

sistemas acuáticos y las posibles interacciones que se desarrollen en este, siendo su estudio de gran

relevancia para conocer y comprender su funcionamiento (Wickstead, 1965; Boltovskoy, 1981; Guzmán

y Obando 1988, Gasca y Suárez, 1996;Farkas et al., 2003; Beaugrand, 2005).

Desde los años 70 se ha registrado para el Caribe colombiano, estudios sobre la estructura de esta

comunidad en términos de composición, densidad y biomasa, estableciendo en algunas ocasiones

relaciones entre éstas medidas con las condiciones físicas, químicas y biológicas del área. Gran parte de

estos, son producto de trabajos de grado, algunas publicaciones científicas y en menor grado de

consultorías ambientales, llevadas a cabo principalmente en los departamentos de La Guajira (Ávila,

1972; Ávila, 1973; Marino y Merchán, 1993; Franco y Londoño, 2000; Colorado, 2003; Invemar, 2007;

Cortés et al., 2011; Cortés et al., 2012), Magdalena (Lozano, 1991; Bernal y Zea, 1993; Bernal, 1994;

Zapata, 1995; Castro, 1998; Bernal y Zea, 2000; Mendoza, 2000; Vanegas, 2001; Domínguez, 2002;

Bernal et al., 2004; Franco et al., 2006; Ávila et al., 2007; Cepeda, 2007; Solano et al., 2008; López, 2009;

Medellín et al., 2009), Bolívar (Moncaleano y Niño, 1976; Rentería, 1977; Serrano y Larrahondo, 1981;

García, 1987; Castillo, 1993; Cañón et al., 2005; Orozco et al., 2008) y en el Archipiélago de San

Andrés y Providencia (Giraldo y Villalobos, 1983; Barón, 2007; Martínez, 2007; Martínezet al., 2009).


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Cabe resaltar, que existen trabajos que han abarcado estaciones a lo largo de todo el Caribe colombiano

(Real, 1970; Samper, 1970a; Samper, 1970b; Valero, 1997; Gutiérrez, 2011).

Figura. 2.1. Iconografía de algunos integrantes del zooplancton. Larva de poliqueto (a), cnidario (b),

larva sipuncúlido (c), salpido (d), larva de cefalópodo (e), copépodo calanoideo (f), copépodo

harpacticoideo (g), copépodo poecilostomatoideo (h), ostrácodo (i), cladocero (j), larvas de

decápoco (k), anfípodo planctónico (l) y larva de estomatópodo (m).

En cuanto al Pacífico colombiano, la mayoría de los estudios que datan desde los años 60,han sido parte

de grandes proyectos llevados a cabo por convenios entre la Armada Nacional de Colombia con otras

entidades internacionales. Debido a la magnitud de estos, los trabajos tratan sobre diferentes integrantes

del zooplancton, generando información más puntual y completa. Segura (1984) con el proyecto

EASTROPAC, evaluó a los cnidarios planctónicos (Hydrozoa y Scyphozoa) en zonas costeras y

oceánicas. Por otro lado, asociado con el Estudio Regional del Fenómeno El Niño (ERFEN) Monsalve

(1976), Buritica y Castro (1985); Arboleda (1996), Fonseca (2000), López (1984), Baldrich (2007) y

García et al. (2008), abarcaron grupos que son considerados indicadores de masas de agua (e.g.

quetognatos, copépodos, eufausiáceos e hidromedusas). Como producto de estudios más puntuales en la

zona costera y el área insular del Parque Nacional Natural Gorgona (PNNG) se registran los trabajos de

Cely y Chiquillo (1993), Cabrera (1995), Ochoa (1997), Giraldo y Gutiérrez (2007), Escarriaet al. (2007)

y Valencia y Giraldo (2009), quienes se enfocaron en la evaluación de quetognatos, sifonóforos,

hidromedusas, moluscos, larvas de peces y anfípodos. Contemplando el zooplancton en general se tiene

las investigaciones de Alvariño (1978), Sánchez (2001); Giraldo et al. (2005), Murcia (2006), Giraldo y

Gutiérrez (2007) y Murcia y Giraldo (2007).

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ZOOPLANCTON

En general, estos estudios han cubierto aguas en zonas neríticas, costeras y oceánicas (siendo esta última

la menos explorada por falta de infraestructura y metodología de fácil acceso) y diferentes épocas

climáticas que se declaran para el Caribe y el Pacífico colombiano. A nivel metodológico, se halla en

común el uso de redes para la recolecta de los organismos, que varían en micraje y dimensión de

acuerdo a los objetivos de estudio y área de interés, los cuales son factores que también influyen en

otros aspectos de muestreo como el tipo de arrastre (superficial, oblicuo, vertical) y su duración. En

cuanto a la fijación y conservación de los zoopláncteres la sustancia empleada en estos trabajos ha sido

formaldehído del 4 % al 10 %.


2.2.1 Recolección de las muestras

En términos generales se cuenta con tres formas para efectuar la recolecta de zooplancton de acuerdo a

Omori e Ikeda (1984), Boltovskoy (1981); Sameoto et al. (2000) y Gosmawi, (2004).

• Botellas Muestreadoras

Descripción: Estructuras cilíndricas en PVC o acero inoxidable, que se accionan a través de mensajeros.

Existen horizontales y verticales (e.g. Van Dorn, Niskin) (Figura 2.2).

Ventajas: Permiten obtener un volumen exacto de agua; facilidad al maniobrar; obtención de muestras

pequeñas y profundas; posibilidad de incorporar sistemas simples y confiables para la operación de varios

aparatos en serie; posibilidad del muestreo cuantitativo del microzooplancton (evitando los problemas

que genera la colmatación).

Desventajas: El volumen de agua es pequeño (litros) y no se recolectan algunos zoopláncteres que

pueden evadirla (Bolstovskoy, 1981; Goswami, 2004)

Figura 2.2. Botella muestreadora tipo Niskin.


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• Bombas de succión

Descripción: Consta de un sistema de bombeo, boca de entrada del agua, sistema de filtración o

concentrado y/o separador, salidas para el agua (mangueras o tuberías). Puede presentarse variaciones en

el diseño, identificándose tres tipos para los muestreos de plancton: alternativa, centrífuga y rotatoria

cuyo principio es la toma de agua por medio de succión (Figura 2.3).

Ventajas: Dependiendo del acople del sistema se pueden medir las variables fisicoquímicas de interés

simultáneamente con la toma de la muestra de zooplancton; Facilita obtener una cantidad de agua exacta;

reduce el problema de la colmatación del filtro; puede ser apropiado para el estudio y recolecta de

grupos específicos del zooplancton.

Desventajas: No es apropiado para la recolecta de zooplancton de los estratos más profundos; se

obtiene un menor volumen por unidad de tiempo en comparación con las redes; con sistemas de

bombeo de gran capacidad se pueden presentar problemas al realizar las maniobras en una embarcación

en movimiento, especialmente con muestras horizontales y oblicuas; se puede presentar deterioro de

organismos gelatinosos.

Figura 2.3. Bomba de succión con mecanismo de Centrífuga

• Redes

Descripción: Están constituidas por un cono de malla filtrante cuya base o boca está fijada a un aro

metálico que a su vez se sujeta a la guaya o cabo para el arrastre. En la parte posterior posee un colector

o copo. El micraje del poro varía de acuerdo al grupo que se desea estudiar. Existen modificaciones que

permiten otros estudios, entre éstas se tiene (Figura 2.4):

• Redes con mecanismo de cierre o de apertura y cierre

• Red bongo

Ventajas: Permiten la filtración de una gran cantidad de agua (metros cúbicos); fácil manejo y

construcción; presenta varios diseños y tamaños que facilita su aplicación en diversos estudios; se pueden

hacer arrastres verticales, horizontales y oblicuos.

Desventajas: Evasión de zoopláncteres y daño de la estructura de algunos gelatinosos; colmatación de

la red; en los diseños que implican sistema de cierre puede presentarse problemas con el mecanismo de

cierre.

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ZOOPLANCTON

a b

Figura 2.4. Modelo de redes usadas para recolectar zooplancton a) Red simple y b) Red bongo.

A. Fijación

• Formaldehído al 4 - 5 %: Es el más usado en estudio de plancton, se puede usar como fijador y

preservante. Dentro de los aspectos negativos se tiene su efecto cancerígeno y el no permitir

posterioresestudios moleculares, por modificaciones que genera en el ADN.

• Etanol 70 %: Demasiado volátil. Favorece estudios moleculares.

• En muchos casos se narcotizan los organismos con el fin de aletargarlos y relajarlos evitando

distorsión en su morfología al momento de fijarlos.

B. Preservación

Boltovskoy (1981), Gifford y Caron (2000), Goswami (2004).

• Formaldehído al 4 - 5 %. Más usado en muestras de plancton.

• Etanol 70 %: Es la sustancia más utilizada en museos para colecciones; sin embargo, no impide el

crecimiento y desarrollo de bacterias y hongos, disuelve los lípidos de los organismos después de

un tiempo y no es adecuado mezclarlo con agua de mar, por la formación de precipitados (sales).

• Isopropanol 40 %: Costoso y forma precipitados (sales) con agua de mar.

• Glicerina: Evita la contracción de organismos, secado del material y permite la retención de los

colores del algunos zoopláncteres.

Boltovskoy (1981), Gifford y Caron (2000), Goswami (2004).

C. Conteo

1. A partir de fracciones obtenidas con un separador Folsom: se utiliza este equipo equipo para

obtener fracciones de las muestras. La fracción seleccionada se cuenta por completo en cajas de Petri,

por medio de un estereoscopio. Se debe retirar, en lo posible, toda la materia orgánica presente (Figura

2.5).


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2. Alícuotas y placa Bogorov: Se debe tratar toda la muestra. El volumen de las alícuotas se debe

tomar con un material volumétrico (e.g. Stempel) y el número a observar se determina por la curva de

diversidad acumulada a partir del índice de Shannon-Wiener. Estas alícuotas se pasan a una placa

Bogorov (Figura 2.5) para el conteo de los zoopláncteres.

a

b

Figura 2.5. Separador Folsom y b) Placa Bogorov.

La densidad de la muestra se expresa en el total de individuos por una unidad de volumen. En el caso de

los muestreos con bombas de succión o botellas esta medida se obtiene midiendo el flujo de la bomba o

el volumen de la botella. Con las redes, se emplea un flujómetro que se ubica en el aro de la boca de la

red, cuya curva de calibración permite estimar la distancia recorrida en función del agua filtrada, que se

aplicará posteriormente a la siguiente ecuación para calcular el volumen total filtrado por la red.

V (m 3 ): Π * r 2 * h (Boltovskoy, 1981)

Donde: π : 3,1416

r: radio de diámetro de la boca de la red (m)

h: distancia recorrida por la red en función del agua filtrada (m).

D. Identificación.

Omori e Ikeda (1984), Boltovskoy (1981), Goswami (2004).

Se emplea literatura específica para los diferentes grupos. Se emplean equipos de óptica para su análisis

morfológico (estereoscopio y/o microscopio), implicando en algunas ocasiones disecciones y tinciones

para detallar ciertas estructuras de carácter taxonómico.

Boltovskoy (1981), Goswami (2004).

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ZOOPLANCTON

E. Determinación de biomasas.

El cálculo de la biomasa para evaluar la productividad secundaria, se puede determinar mediante tres

métodos:

1. Método volumétrico: Es el más sencillo. Se puede calcular por sedimentación o volumen

desplazado (más eficiente y rápido). Su precisión disminuye con la presencia de organismos

gelatinosos de gran tamaño como medusas, ctenóforos, sifonóforos.

2. Método gravimétrico: Es el más utilizado, contiene peso húmedo, seco y libre de cenizas o

materia orgánica. Con este método se reduce el sesgo generado por el método volumétrico.

3. Método químico: De utilidad cuando se desea conocer la cantidad de energía transferida a

niveles tróficos superiores a partir de la composición biomolecular del zooplancton (proteínas,

lípidos y carbohidratos) y su valor energético. Por su especificidad y complejidad, no es tan

aplicado a estudios de caracterización y monitoreo.

Boltovskoy (1981), Postel et al. (2000), Goswami (2004)


El desarrollo y distribución de los diferentes zoopláncteres, está condicionado por los aspectos físicos,

químicos y biológicos del medio. Con base en literatura, se consideran las siguientes variables por alterar

en gran medida los procesos fisiológicos y de comportamiento del zooplancton (Tabla. 2.1):

Tabla. 2.1. Listado y efecto de las variables fisicoquímicos que pueden afectar la fisiología y

comportamiento de la comunidad zooplanctónica

Variables Efectos Autores

Temperatura

Salinidad

Turbidez

Metales

CO 2

Nitrógeno

Cambios en la composición,

diversidad, riqueza, ciclo reproductivo,

migraciones verticales, disponibilidad

de alimento.

Cambios en la composición, diversidad

y riqueza, ciclos reproductivos, afecta

el proceso de respiración y tasas de

filtración de los organismos,

Migraciones verticales y disponibilidad

de alimento

Cambios en la composición,

modificación de los ciclos

reproductivos.

Cambios en la composición, ciclos

reproductivos (afecta la eclosión de

huevos y desarrollo larval), procesos

de calcificación.

Cambios en la actividad alimentaria y

fecundidad, biomasa, abundancia y

composición.

Henle (1969), Lawrence et al. (2004), Contador

(2005), David et al. (2005), Palm et al. (2007), Jiang et

al. (2009), Mackas et al. (2012).

Cervetto et al. (1999), Schallenger et al.(2003),

Lawrence et al.(2004), David et al. (2005), Zakaria et

al. (2007), Gao et al.(2008), Jensen et al. (2010),

Anton-Pardo y Armengol (2011).

David et al. (2005), Moderán et al. (2010)

Farkas et al. (2003), Marsden y Rainbow (2004).

Yamada e Ikeda (1999), Barker y Elderfield (2002),

Kurihara et al. (2004), Kurihara e Ishimatsu (2008),

Tigreros y Franco (2012).

Saiz et al. (1999); Lawrence et al. (2004).


49



El proceso de la toma de muestra de zooplancton implica tres pasos (Figura 2.6)

Figura 2.6. Esquema del proceso de la toma de muestras de zooplancton

Consideraciones

• Para determinar el tiempo del arrastre, es apropiado considerar las características del área en el

momento del muestreo y tener como referencia el primer arrastre.

• Invemar aplica arrastres oblicuos porque permiten la recolecta de una muestra más

representativa en comparación con un arrastre vertical o superficial.

• Es apropiado el uso de clinómetros para estimar el ángulo de la guaya y posteriormente calcular

la cantidad de metros que se deben soltar para alcanzar la profundidad deseada.

• El tiempo efectivo de arrastre no incluye el de bajada y subida de la red.

• Neutralizar el formaldehído con bórax. Se utiliza una relación de 50 g por un (1) litro de

formaldehído.

• Verificar pH del formaldehído el cual debe estar entre 6,5 – 7,5.Elevar el pH a 8 o más, puede

generar perdida de elasticidad en los músculos de los organismos y consecuentemente su

desprendimiento (Bolstovskoy, 1981).

• Se agrega la cantidad de formaldehído concentrado (37 % comercial) necesario para lograr una

concentración final del 4 %, cuando el recipiente sea llenado hasta el tope de agua de mar (o

dulce si es el caso) y plancton. La cantidad de formaldehídovaría de acuerdo al tamaño del frasco

donde se depositará la muestra.

• Utilizar tablas acrílicas y lápiz número 2 para registrar los datos. Es práctico cuando se trabaja a

la intemperie y en contacto con el agua.

50


ZOOPLANCTON


2.5.1 Análisis cuantitativo y cualitativo

Para estos análisis se realizan los siguientes pasos:

1. Calcular el volumen filtrado por la red, según Bolstovskoy (1981).

2. Dividir la muestra en fracciones, por medio de una cámara Folsom, hasta obtener la más adecuada

para el conteo e identificación de los organismos. Se sugiere no pasar la fracción de 1/64

(equivalente a la sexta división), debido a la subestimación que se puede generar en la comunidad

evaluada.

3. Posteriormente, se realiza el conteo e identificación de los organismos hasta el nivel de familia, a

partir de observaciones en un estereoscopio y microscopio (cuando se requiera observar más

detenidamente al organismo) y el uso de bibliografía especializada (e.g.Cook (1964), Deboyd y Smith

(1977) y Boltovskoy (1981) para zooplancton en general, Owre y Foyo (1967), Campos y Suárez

(1994) y Boxshall y Halsey (2004) para copépodos, Trégouboff y Rose (1957) y Medellínet al. (2009)

para larvas de decápodos, etc).

4. Se organizan los resultados de densidades expresadas en individuos por 100 m -3 en la siguiente

matriz:

Familia / morfotipos

Estaciones

E01 E02 E03 E04 E05 E06

Acartiidae

Clausocalanidae

Calanidae

Temoridae

Consideraciones

• Para estos procesos es importante tener una muestra limpia o con la menor cantidad de materia

orgánica, que puede en ocasiones impedir la visibilidad de muchos organismos y por ende alterar

el conteo.

• Las muestras de zooplancton es apropiado guardarlas en un lugar con una temperatura no mayor

a 25 ºC, ventilado y oscuro.

• La cantidad de metro cúbicos de agua en la cual se desea expresar la densidad, puede variar de

acuerdo a la consideración del investigador.

• Manejar la nomenclatura taxonómica más actualizada y que provenga de fuentes aceptables.

2.5.2 Biomasas

Se aplica el método volumétrico (desplazamiento de volumen) y gravimétrico en el siguiente orden

(Figura 2.7)


51


Figura 2.7. Esquema del procedimiento para determinar biomasa con los métodos volumétrico y

gravimétrico

Consideraciones

• La concentración inicial de los zoopláncteres se puede realizar conuna malla de otro micraje, que

sea menor al usado para la recolecta.

• Manipular los filtros y crisoles con pinzas, evitando así su contacto con la mano o superficies

grasosas que alteren su peso.

• Para el cálculo de la biomasa volumétrica y húmeda es apropiado retirar los gelatinosos de gran

tamaño que pueden alterar significativamente los resultados y pesarlos independientemente.


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ICTIOPLANCTON

ICTIOPLANCTON

Carolina M. Uribe Acosta


61


62


ICTIOPLANCTON

3 ICTIOPLANCTON

3.1 INTRODUCCIÓN

El ictioplancton hace referencia a esa porción del zooplancton, constituida específicamente por los

huevos y larvas de peces (De Ciechomski, 1981). Su desarrollo y distribución está estrechamente

relacionada con las condiciones bióticas y abióticas del medio las cuales afectan los estadios larvales, que

son importantes y determinantes en la dinámica de las poblaciones, así como, entes estructuradores de

las comunidades ícticas (Dominici-Arosemena et al., 2000). La importancia de esta comunidad la ha

convertido en objeto de investigación de entidades como la Organización de las Naciones Unidas para la

Educación, la Ciencia y la Cultura (UNESCO), con la finalidad de de obtener información para la

evaluación de las poblaciones y la ordenación del recursos (Fagetti, 1975).

Los estudios sobre ictioplancton en el Caribe y Pacifico Colombiano, se han enfocado en diversos

objeticos tales como: Aspectos básicos de composición, distribución y abundancia de las especies

(Escobar y Godoy, 1984; Manjarres, 1987, Buitrago-Acosta, 1998; Escarria et al., 2006; Martínez-Agilar et

al., 2010). Otros se han centrado en el estudio de alguna familia o especie en particular como es el caso

de Clupeidae, Engraulidae, Sciaenidae y algunas especies de la familia Lutjanidae (Moreno, 1995; Críales et

al., 2003; Rueda-Montenegro y Beltrán, 1991). Así mismo, otros investigadores como López (1984), se

han enfocado en la distribución de las larvas en diferentes estratos de la columna de agua. Finalmente, el

incremento de la exploración y explotación de hidrocarburos a nivel marino, ha conllevado al desarrollo

por parte de las empresas petroleras, de varios estudios encaminados a la caracterización u observación

de potenciales impactos y de esta manera cumplir con las disposiciones impartidas por el Ministerio de

Ambiente y Desarrollo sostenible (Solano et al., 2008; Cortes et al., 2008; Cortes et al., 2012; Sánchez et

al., 2012).

El uso que ofrece el ictioplancton y la relevancia de su estudio está enmarcada dentro diferentes

aspectos tales como: a) corresponden a la primera parte del ciclo de vida de los peces, que son fuentes

importantes de alimento (Flores-Coto et al., 2009), b) proporcionan información necesaria para conocer

considerables aspectos para la comprensión y predicción del reclutamiento, beneficiando de esta manera

la pesca (Miller, 2002), c) Ecológicamente, la variabilidad de su composición y abundancia, puede mostrar

la calidad o el deterioro del medio que ocupa (Beltrán-León y Ríos, 2000) y d) constituyen un factor

importante en el esclarecimiento de las relaciones filogenéticas y la taxonomía de los peces y además,

han permitido reconocer problemas de carácter fisiológico, etológico y biológico en las fases críticas del

desarrollo de los peces (Fagetti, 1975).


Históricamente se han utilizado diversas metodologías para la obtención de muestras de ictioplancton.

Algunos intentos por obtener información in situ, datan desde finales de la segunda guerra mundial, con la

utilización de sumergibles como el “FNRS II” o el “Trieste” (Figura.3.1), con los que se realizó

observaciones directas de las comunidades planctónicas (Bernard, 1962). Estos modelos primarios no

estaban equipados con aparatos muestreadores; lo que sería resuelto en los años 70, con la construcción

de sumergibles con capacidad de tomar muestras y fotografías submarinas (Boltovskoy, 1981). Por otro

lado, se han utilizado métodos sónicos basados en vibraciones ultrasónicas emitidas por ecosondas con

los cuales se han podido visualizar el movimiento de masas planctónicas en la columna de agua (Hersey y

Backus, 1962). Así mismo, a finales de los años 60, el buceo comenzó a hacer parte de las técnicas de


63


investigación de las comunidades planctónicas, permitiendo descubrir estructuras delicadas de algunos

organismos formadores del plancton.

Investigadores como Aron (1958, 1962), ha propuesto la utilización de bombas de succión para la

obtención de muestras, con las limitaciones que presente este método teniendo presente la profundidad,

pero que permite simultáneamente obtener datos fisicoquímicos minimizando costo y tiempo

(Boltovskoy, 1981). Las botellas constituyen otro método muestreo utilizado comunidad científica, su

favorabilidad radica en conocer de manera exacta el volumen de agua muestreado, maniobras sencillas,

utilización de varios dispositivos al tiempo entre otros. Sin embargo, el bajo volumen constituyen la

principal desventaja de este método (Pennak, 1962)

Actualmente, se ha propuesto otro tipo de técnicas novedosas para la captura de larvas de peces, como

la utilización de trampas de luz (Figura.3.1), las cuales han permitido lograr efectivas evaluaciones de

ensamblajes de larvas de peces en localidades de gran complejidad y heterogeneidad (Herrera et al.,

2010). Caracterizándose, como un método de captura pasivo diseñado para muestrear diversos

ambientes marinos (someros y profundos), con la ventaja de poder capturar especies selectivas, las

cuales presentan respuestas a la luz, con ciertas habilidades natatorias; y generalmente de mayores

tamaños a los capturados por otro tipo de metodología (Doherty 1987, Choat et al., 1993, Hickford y

Schiel 1999). Sin embargo la desventaja de este método es su alto costo de operación.

Finalmente, los muestreos con redes han sido, son y probablemente será el método comúnmente

utilizado para la obtención de muestras ictioplanctónicas por la comunidad científica (Boltovskoy, 1981).

Su utilización data desde hace 150 años y existen una gran variedad de ellas entre las que se destacan las

redes cónicas simples con y sin mecanismos de cierre, redes tipo bongo (Figura.3.1), y muestreadores

continuos de alta velocidad, los cuales nos permiten obtener muestras integradas o estratificas de la

columna de agua (Fraser, 1968, Omaly, 1966). De manera general, la utilización de una u otra

metodología para la obtención de organismos constituyentes del plancton, radica en los objetivos de la

investigación, del tipo de ambiente y de los recursos financieros que se dispongan.

a b

c

Figura.3.1. Metodologías utilizadas en la captura de muestras de ictioplancton. a) y b) sumergibles

FNRS II y Trieste respectivamente, c) trampa de luz y d) red bongo. Tomado y modificado de

Oceana (2010), Sánchez (2011) y Guzmán (2012).

d

64


ICTIOPLANCTON


Numerosas investigaciones, han mostrado que las variables ambientales juegan un papel importante en la

distribución, composición y densidad del ictioplancton; sin dejar de lado aspectos oceanográficos como

las corrientes marinas, intensidad de los vientos, dinámica de la capa de mezcla, precipitación e intensidad

de la radiación solar, surgencias, cambios del nivel del mar, entre otros; que influyen a nivel general en la

variabilidad biológica de los organismos (Sabatés, 2004; Bernal, 1994; Sanvicente-Añorve, et al., 1998,

2006 ).

Dentro de las variables fisicoquímicas que tienen incidencia directa en la estructura y funcionamiento de

la comunidad y que son las frecuentemente incluidas en la mayoría de los trabajos ictioplanctónicos están

la temperatura, salinidad, oxigeno, transparencia y sólidos en suspensión (Smith y Richardson, 1977;

Beltrán-León y Ríos, 2000; Flores-Coto et al., 2009). Por otro lado, suelen incluirse algunos

contaminantes como aceites y grasas e hidrocarburos totales, que se pueden ver aumentados por

actividades antropogenicas realizadas en el medio marino (Iniesta y Blanco 2005)

Autores como Navarro-Rodríguez et al. (2004), argumentan que la temperatura influye en la abundancia

de las larvas y en el ciclo reproductivo de las especies, debido a la tolerancia de estas a los cambios que

pueda presentar esta variable en la columna de agua. Por otro lado, se ha observado que en la mayoría

de especies se presenta un rápido crecimiento con el aumento de la temperatura hasta un cierto punto

(temperatura óptima) y que al sobrepasarse puede incidir en un descenso en el crecimiento de forma

precipitada (Calderer, 2001). Así mismo, las mediciones de la salinidad son indispensables, ya que la

mayoría de las familias de larvas de peces sólo toleran salinidades similares a aquellas en las que residen.

Sin embargo, hay algunas familias capaces de sobrevivir en un amplio intervalo de salinidad (eurihalinas) y

los movimientos que realizan a zonas de distintas salinidades, están asociados, a menudo, con su ciclo

vital (Calderer, 2001).

En cuanto al oxigeno, esta variable es considerada vital para la supervivencia y crecimiento de las larvas

de peces. Autores como Stewart et al. (1967) y Herrmann et al. (1962), ha reportado que el descenso del

oxigeno hasta en un 1mg/l, puede reducir el crecimiento de los alevines de peces hasta en un 30%. Un

nivel optimo de esta variable en el agua es elemental para la ingestión de alimento, actuando en muchas

ocasiones como un factor limitante de las vías de transformación del alimento, restringiendo el

crecimiento y la eficacia de conversión, cuando los niveles están por debajo del nivel crítico (alrededor

de 5 mg/l) (Stewart et al., 1967, Herrmann et al., 1962). Los sólidos suspendidos por su parte, afectan la

transparencia del agua lo cual repercute en la disponibilidad de luz en el medio y que pueden condicionar

el comportamiento de la comunidad en lo referente a migraciones y procesos de alimentación (Beisner,

2001).

Finalmente, las grasas, aceites e hidrocarburos, aunque pueden ser encontrados de manera natural en el

ambiente marino (Chen et al., 2004; Shi et al., 2005; Cheollee et al., 2005), algunas actividades

antropogenicas desarrolladas a nivel continental o en el medio marino, pueden incrementar sus valores

afectando principalmente las migraciones realizadas por los organismos, induciendo de esta manera

cambios en su distribución (Freire y Labarta, 2003).

Para la obtención de cada una de estas variables ambientales medidas “in situ” o “ex situ”, pueden seguirse

los métodos descritos en el Standard Methods (APHA, AWWA y WEF, 2005), UNESCO/COI, (1981) y

el manual de técnicas analíticas del INVEMAR (Garay et al., 2003).


El procedimiento de campo aquí descrito, está basado en los métodos propuestos en el Standard

Technique for Pelagic Fish Egg and Larva Surveys (Smith y Richardson, 1977); el Atlas de Zooplancton del


65


Atlántico Sudoccidental y Métodos de trabajo (Boltovskoy, 1981) e investigaciones realizadas por Flores-

Coto et al. (1988, 1999); Sanvicente-Añorve et al. (1998) y Espinosa-Fuentes y Flores-Coto (2004). Este

procedimiento tiene por objeto sugerir un método adecuado que permita obtener datos de

composición, abundancia, biomasa zooplanctónica para su relación con la densidad de larvas de peces y,

de esta manera obtener un panorama de la estructura comunitaria del ictioplancton en el medio marino.

El método planteado aborda los siguientes temas:

• Identificación del equipo de muestreo y reactivos.

• Muestreo con redes.

• Manejo y etiquetado.

• Fijación y conservación de las muestras.

3.4.1 Identificación del equipo de muestreo y reactivos.

Los equipos de muestreos necesarios para llevar a cabo los muestreos de ictioplancton, se pueden dividir

en dos: Aquellos que hacen referencia a la protección personal del investigador (EPP) y los que son

directamente utilizados para la toma de muestra.

3.4.1.1 Elementos de protección personal (EPP)

Estos son indispensables para mantener la integridad del personal que está ejecutando las maniobras de

campo, protegiendo diferentes partes del cuerpo y evitar que el investigador tenga contacto directo con

factores de riesgo que le pueden ocasionar una lesión o enfermedad. Dentro de estos se en encuentran:

Overol, botas punta de hierro antideslizante con aislante eléctrico, guantes de látex, tela y carnaza, gafas

de sol con filtro solar, casco, salvavidas, protector solar y el equipo de primeros auxilios.

3.4.1.2 Equipos para arrastres con redes

Los equipos necesarios para la captura de muestras de ictioplancton, pueden varias dependiendo del tipo

de ambiente (costero-estuarino u oceánico). A continuación se detalla los elementos necesarios en

ambas situaciones (Tabla. 3.1).

Así mismo, son necesarios otros equipos complementarios, tales como: cámaras fotográficas, aparatos

de localización geográficas (GPS) y tablas de campo preparadas para la consignación de datos de campo

(Anexo 11.1).

3.4.2 Muestreos con redes de arrastres

Como se menciono anteriormente, los arrastres con redes, es el método más utilizado y aceptado por la

comunidad científica. Independiente del ambiente (costero u oceánico), estas capturas se basan en

recorridos circulares alrededor del punto o estación de muestreos a una velocidad promedio de 3

nudos. Para cuantificar el volumen filtrado por la red, esta debe estar equipada de un flujometro

previamente calibrado, el cual se empotra en uno de los aros del bongo (Figura.3.2). Dependiendo de los

objetivos de la investigación se pueden realizar dos tipos de arrastres:

3.4.2.1 Arrastre Oblicuo

El cual consiste consiste en lanzar la red bongo a una profundidad determinada (en arrastres poco

profundos se pueden realizar desde antes de la interfase agua-sedimento y en arrastres profundos se

pueden realizar hasta los 200 metros). Una vez puesta en marcha la embarcación, la red realiza

66


ICTIOPLANCTON

movimientos oscilantes en la columna de agua permitiendo tener una muestra integrada (De la cuadra, et

al., 2010).

Tabla. 3.1. Equipos y materiales necesarios para los muestreos ictioplanctónicos utilizando redes

de arrastres.

Equipos para arrates costeros-estuarinos

Equipos para arrastres costa afuera (offshore)

Embarcación con motor fuera de borda (lancha)

Red mini-bongo (30cm de diámetro y ojos de malla de

300 y 500 μm).

Cuerdas metradas.

Profundimétro.

Grilletes

Embarcación tipo buque, con las adecuaciones necesarias

para el lance de la red.

Red bongo (65 cm de diámetro y ojos de malla de 300

500 μm) + abrazaderas.

Guaya de acero, guinche y contadores y clinómetro.

Eco-sonda.

Grilletes + giradores

Frascos plásticos boca ancha con tapa (0,5 L) Frascos plásticos boca ancha con tapa (1 L)

Reactivos

Formol concentrado al 37%

Tetraborato de Sodio (Bórax)

Lastres.

Jeringas de 50 mL.

Frascos lavadores.

Bomba y equipo de filtración.

Colectores.

Flujometro (previamente calibrado) y cronometro.

3.4.2.2 Arrastres estratificados

Consiste en realizar arrastres a diferentes profundidades en la columna de agua. Para hacer esto posible,

las redes empleadas deben contar con mecanismos de apertura y cierre (Boltovskoy, 1981).

Los arrastres efectuados deben de realizarse por un periodo aproximado de 10 minutos; teniendo

presente registrar en los formatos de campo, el tiempo que tarda la red en bajar a la profundidad

deseada y el tiempo de izado de la misma (Anexo 11.3). Algo importante es tener presente que las redes

que conforman el bongo tienen diferentes ojos de mallas, para los siguientes propósitos:

• Red de 500 µm: Las muestras capturadas en esta red son destinadas al análisis cuantitativo y

cualitativo; es decir, se trabaja todo lo concerniente a la identificación y conteo de huevos y

larvas de peces.

• Red de 300 µm: Las muestras obtenidas esta red son utilizadas para determinar la biomasa

zooplanctónica, con la finalidad de observar correlaciones con las larvas de peces.


67


Así mismo, las dimensiones de las redes pueden variar dependiendo del ambiente a muestrear. Teniendo

presente lo anterior, en muestreos costeros se pueden utilizar redes bongo con las siguientes

dimensiones: 30 cm de diámetro y 2 m de largo; mientras que en muestreos costa afuera se utilizan

bongo con dimensiones de 65 cm de diámetro y un largo alrededor de los 5 m y un peso muestro

cercano a los 20 kg (Figura.3.2).

3.4.3 Manejo y etiquetado de muestreas.

Una vez efectuado el arrastre, se procede a quitar los colectores de las redes y seguidamente, con ayuda

de frascos lavadores se concentra la muestra en el fondo de los mismos. Posteriormente, la muestra es

trasvasada a frascos plásticos debidamente rotulados (Figura.3.2; Anexo 11.2), con la información

necesaria del proyecto, código de la estación, tipo de muestra (composición o biomasa), tipo de arrastre

y ojo de malla.

3.4.4 Fijación y conservación de las muestras

Este paso es importante para poder tener una muestra de excelente calidad y lograr resultados viables

en laboratorio (Boltovskoy, 1981, Gasca et al., 1996). Para conseguir estos resultados se deben tener

presente los siguientes aspectos:

• El material ictioplanctónico obtenido de los arrates, se debe colocar en el agente fijador durante

los primeros cinco minutos de su izado.

• Una buena fijación está enmarcada en la relación 9:1 entre el liquido fijador y la muestra o en su

defecto no sobrepasar una relación 5:5.

Teniendo presente lo anterior, una vez contenida la muestra en los frascos plásticos, se procede a fijar la

muestra a bordo de la embarcación (Figura.3.2), utilizando formaldehido (HCHO) o formol tamponado

con Tetraborato de sodio (Na 2B 4O 7.10 H 2O) o bórax. Para agilizar el trabajo de campo, el formol

concentrado puede ser tamponado, agregando 40g de bórax por cada litro del formaldehido

concentrado y en campo puede ser utilizado de la siguiente manera:

Para muestras costeras o neríticas trasvasadas en frascos plásticos de 0,5 L, adicionar con ayuda de una

jeringa, 50 mL de la solución de formol concentrado tamponado y luego completar a 500mL con agua de

mar filtrada y de esta manera fijar y conservar la muestra en una solución final de formalina al 4%. Para

las muestras obtenidas costa afuera y trasvasadas en frascos plásticos de 1 L, las cantidades adicionadas a

la muestra son el doble ( 100 mL de fijador) y llevar la muestra a 1 litro y así contener la muestra en la

solución ideal de fijación del 4% (Figura.3.2).


Los métodos de laboratorios aquí descritos, están basados en lo propuesto por Smith y Richardson

(1977), Boltovskoy (1981) y Gasca et al. (1996). Los cuales pueden dividirse en tres momentos:

• Procedimiento de separación o sorteo.

• Análisis cualitativo y cuantitativo proveniente de la red de 500 µm.

• Determinación de biomasa zooplanctónica proveniente de la red de 300 µm.

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ICTIOPLANCTON

a b c

d e f

Figura.3.2. Protocolo empleado para el muestreo de la comunidad ictioplanctónica. a) red para

muestreos costeros, b) red para muestreos costa afuera, c) limpieza del colector, d) concentración

de la muestra, e) vertimiento al frasco de muestra y f) fijación.

3.5.1 Procedimiento de separación o sorteo.

En este aparte, se realiza la separación o extracción de las larvas y huevos de peces de la totalidad de la

muestra obtenida en campo proveniente de la red de 500 µm. Las dos fracciones son almacenadas de

forma independiente en frascos de plásticos debidamente rotulados con la información del proyecto y

mantenidos en solución de formalina al 4% tamponada con bórax. Por otro lado, a la muestra

proveniente de la red de 300 µm, se le realiza la extracción de los siguientes organismos, antes de

realizar los procedimientos para determinar la biomasa:

• Juveniles de peces.

• Larvas de pulpos y calamares.

• Adultos pelágicos de cangrejos.

• Grandes gelatinosos cuyo volumen sobrepase los 5 mL.

•

3.5.2 Análisis cualitativo y cuantitativo (muestras proveniente de la red de 500

µm).

Los cualitativo y cuantitativo suelen realizarse de manera simultánea, permitiendo conocer los

organismos que constituyen la fauna ictioplanctónica y sus abundancias; teniendo en cuenta los

caracteres merísticos y de pigmentación. La identificación de las larvas, se puede realizar hasta el nivel

más bajo posible (preferiblemente especie). Sin embargo, esta labor en ocasiones es difícil y depende del

estado de desarrollo de las larvas recolectadas y de buenos equipos ópticos. Teniendo presente lo

anterior, la identificación hasta el nivel de familias, resultaría viable para analizar el comportamiento de la

estructura de la comunidad (Cervigón, 2005; Flores-Coto et al., 2009). Para llevar a cabo, estos análisis,

es necesario contar con equipos ópticos como estereoscopio y microscopio con aumentos de 10x a

100x, equipados con oculares que cuenten con reglillas de medición o, en su defecto hacer uso de papel

milimetrado para realizar las mediciones básicas para su identificación.

Los datos cualitativos y cuantitativos obtenidos en laboratorio, son registrados en formatos (Anexo 11.3)

y con base en estos, se elabora la matriz de composición y abundancia empleada en los análisis


69


estadísticos (Anexo 11.4). Para realizar una buena identificación es necesario utilizar claves taxonómicas

o literatura especializada dentro de las que se puede citar a Moser (1996), Beltrán-León y Ríos (2000),

Richards (2006). Finalmente, los datos brutos obtenidos son llevados al volumen neto de la muestra,

dividiendo por los respectivos volúmenes filtrados en cada arrastre y de esta manera reportar la

densidad en individuos por 1000 m -3 (Ind.1000 m -3 ), individuos por 100 m -3 (Ind.100 m -3 ) ó por metro

cubico según los valores obtenidos, tal como lo señalan Smith y Richardson (1977), Boltovskoy (1981),

Gasca et al. (1996) y Flores-Coto et al. (2009) en sus métodos.

3.5.3 Determinación de biomasa zooplanctónica. (Muestras proveniente de la red

de 300 µm).

Este análisis se aplica con la finalidad de observar algún tipo de relación entre la biomasa zooplanctónica

y la densidad ictioplanctónica y así obtener un panorama en cuanto a la disponibilidad de alimento para

las larvas del ictioplancton (Flores-Coto et al., 1988; Sanvicente-Añorve et al., 1998; 2006).

Investigaciones realizadas a lo largo del Caribe, señalan que las mediciones de la biomasa zooplanctónica

son importantes ya que guarda una estrecha relación con la distribución y abundancia de las larvas de

peces (Sherman et al., 1983; Krebs, 1985; Leggett, 1984; Rodríguez y Rubín, 1991; Cowan y Shaw, 1991;

Kane, 1993).

Teniendo en cuenta lo anterior, se puede estimar la biomasa volumétrica (volumen desplazado) y

gravimétrica (húmeda), siguiendo el método propuesto por: Boltovskoy (1981) y Gasca et al. (1996), la

cual se detallan en la (Figura 3.3). Los datos obtenidos en las diferentes fases para la determinación de la

biomasa son consignados en formatos, para su posterior organización en matrices utilizadas en los

análisis estadísticos univariados y multivariados (Anexo 11.5).

Biomasa zooplanctónica (Arrastre de

ictioplancton red 300 micras)

Biomasa volumétrica

basada en el desplazamiento

de volumen de los

organismos zooplanctónicos

en una probeta

Retirar de la muestra cangrejos,

calamares y gelatinosos, cuyo

volumen en desplazamiento

superen los 5 mL.

Biomasa gravimétrica

Basada en la diferencia de peso

de la muestras depositada en el

filtro, respecto al filtro sin

muestra.

ajustó la

muestra a un

volumen

conocido (V 1 )

Extracción del agua

intersticial de la muestra

por medio de un sistema

de vacio.

Se filtró

recuperando

, todo el

liquido. El

cual vuelve

a medirse

en una

probeta (V 2 )

Por diferencia de volumen se obtiene el

volumen desplazado por los organismos

zooplanctónicos con la formula:

Biomasa volumétrica= (V 1 ) - (V 2 ).

Registro del peso del filtro seco

W 1 (previamente tratado) y del

filtro con la muestra W 2 , en la

balanza analítica de cuatro

cifras significativas.

Por diferencia de peso se obtiene la

biomasa húmeda de los organismos

zooplanctónicos con la formula:

Biomasa Humeda = W 2 - W 1

Figura 3.3. Protocolo empleado en laboratorio para la determinación de la biomasa volumétrica y

biomasa húmeda

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NECTON

NECTON

Héctor Fabio Sáenz, William Zubiría Rengifo, Fabio Andrés Herrera, María del Pilar Parrado y Andrea Polanco F.


77


78


NECTON

4 NECTON

4.1 INTRODUCCIÓN

El necton está integrado por aquellos animales, todos ellos consumidores y errantes, dotados de medios

de locomoción, capaces de contrarrestar los movimientos de la columna del agua, de los diferentes

ambientes acuáticos que existen en el planeta (ríos, lagunas, ciénagas costeras, deltas, estuarios y mares,

entre otros). La condición de seres nadadores, que han de moverse en un medio acuoso, imprime a

estos organismos, características determinadas en su anatomía y en el funcionamiento del cuerpo, para

contar con los elementos propulsores que les permitan su locomoción. Frecuentemente se presentan en

ellos las formas hidrodinámicas pisciformes en sus más diversas modalidades y su cuerpo se encuentra

lubricado por recubrimientos mucosos, que reducen la fricción con el agua, al mismo tiempo que

protegen a la piel contra traumatismos e infecciones.

Los principales grupos de animales que forman la asociación ecológica del necton son los crustáceos,

moluscos, peces, reptiles y mamíferos, dotados de adaptaciones especiales para su desplazamiento por

medio de la natación, para la captura de alimento, defensa y el ataque de sus presas, lo que les permite

aprovechar las características del medio ambiente. Dentro de este grupo de animales, se destaca el

componente íctico que comprende el 99 % del necton (Freeman, 1974), lo que indica la dominancia y

adaptabilidad de este taxón a todos los ambientes posibles. Esto es particularmente interesante en las

comunidades de peces tropicales, por su gran importancia económica y social en la cual la pesca

artesanal, suele ser la actividad más importante de muchas regiones de países tropicales (De Grado y

Bashirullah, 2001). De acuerdo a lo anterior, se describirá este capítulo en función de los peces, sin

desconocer la importancia de los demás grupos de organismos que componen el necton, tales como los

mamíferos y reptiles acuáticos, los cuales se analizarán en otro capítulo aparte.

En general, la comunidad nectónica es un indicador del estado en que se encuentra el medio biofísico

circundante de acuerdo a las actividades que se realicen en el área. En áreas tropicales como Colombia,

los ecosistemas marinos costeros tropicales están considerados como los más ricos y menos conocidos

del planeta, en razón a la diversidad de la vida que albergan. La menor intensidad de estudios realizados

sobre la biodiversidad de los ecosistemas marinos, frente a los terrestres así como las drásticas

alteraciones a que se están viendo sometidas las áreas costeras de todo el mundo, hacen necesario

intensificar estudios en dichas áreas, con los objetivos de incrementar el conocimiento sobre el

funcionamiento de estos ecosistemas, y ver el efecto que las alteraciones de origen antrópico están

provocando sobre ellos (De Grado y Bashirullah, 2001). En sistemas estacionales, como los ríos o los

estuarios, los peces cumplen su ciclo de vida, siguiendo el patrón representado por las estaciones, que se

encuentran marcados principalmente por cambios en los regímenes hidrológicos. Los momentos de

inundación o sequía, duración e intensidad de cada período, son factores determinantes (WCD, 2000).

Es así entonces, que cualquier alteración en el ciclo hidrológico, tendrá repercusiones en la comunidad

íctica en cualquiera de estos sistemas.


Se les llama en conjunto artes y métodos de pesca a los instrumentos y procedimientos que se usan para

capturar a los organismos animales que habitan las aguas del planeta. A nivel mundial los métodos para

muestrear peces han evidenciado cambios técnicos más que todo en el arte. A partir de la revolución

industrial aparecieron nuevos materiales tanto para las embarcaciones como para los instrumentos; pero

solo hasta principios de siglo XX, se introdujo de forma rutinaria métodos científicos para estudiar las


79


poblaciones de peces, los efectos del ambiente y la disponibilidad y distribución de los mismos. A finales

de los años 40s se presentan cambios considerables tanto en las artes como en la forma de buscar los

peces, debido a la tecnología que acarreó la Segunda Guerra Mundial como las redes sintéticas, redes de

cerco, el halador mecánico, el radar, las ecosondas, los sistemas de posicionamiento y navegación entre

otros (Ospina, 1992; Castro, 2009).

La distribución de los peces abarca todos los confines acuáticos donde las condiciones ambientales son

diversas, permitiendo la existencia de especies con características morfológicas, y hábitos de vida

variados, lo que obliga a los investigadores a emplear diferentes métodos de pesca para poder estudiar a

este grupo de manera amplia. Hoy en día existen múltiples categorías de artes enfocados a peces, los que

utilizan una gran variedad de hábitat, pelágicos, demersales o bentónicos en una amplia estratificación

batimétrica, como parte de su ciclo de vida. La Figura.4.1 muestra la zonación marina con los peces

representativos y los posibles métodos a emplear.

0

Superficie

10

200

1000

3000

6000

Rio

MÉTODOS DE ANÁLISIS DE COMUNIDADES ÍCTICAS

Captura

Observación

Ciénaga

Pasivos

Activos

Directa

Indirecta

Plataforma Continental

Trasmallo

Palangre

Nasas y

trampas

Red de cerco ó

bolichera

Red de arrastre

Chinchorro

Red de arrastre

demersal

Atarraya

Pesca eléctrica

Censos visuales

(SCUBA)

Vehículo remoto

(ROV)

Acústica

Llanura abisal

Z. Abisopelágica

Z. Hadal

Media Agua

Vertical

Fondo

Llanura abisal

Z. Epipelágica Z. Mesopelágica

Z. Batipelágica

Nerítico Batial Abisal

Figura.4.1. Zonación de los métodos de muestreo empleados para monitorear el componente

nectónico (Ilustración de Luis Carlos Gámez y María del Pilar Parrado – INVEMAR).

4.2.1 Trasmallos o redes agalleras

Son redes fijas que se calan verticalmente y se fijan en áreas de paso de las especies objetivo, dispuestas a

la espera de que los peces queden atrapados al enredarse de las agallas o las espinas de su cuerpo y

puedan ser fácilmente capturados (Arias, 1998; Herrera, 2006), lo que las clasifica como un arte de pesca

pasivo. Comúnmente están construidas por varios paños de red (monofilamento o multifilamento) de

diferentes tamaños de ojo de malla, los cuales dependerán de la captura objetivo (Figura. 4.2) dándole al

arte el tipo de selectividad. Los tamaños de malla más utilizados oscila entre los 25,4 y 101,6 mm,

mientras que las longitudes en los trasmallos más comunes van desde los 20 hasta 600 m

aproximadamente, dependiendo del área donde se calen (Rueda et al, 2010). Los trasmallos pueden

operarse en la superficie, a media agua y a fondo (Figura. 4.2). Este arte de pesca se emplea para la

captura de una amplia variedad de especies, tanto demersales como pelágicas, dependiendo de la

profundidad a la que sea operado.

80


NECTON

Recomendaciones para su uso

• Debe ser ubicado teniendo en cuenta la dirección de las corrientes.

• Se opera preferiblemente cerca a la costa, en ambientes estuarinos y ciénagas dulceacuícolas.

• Emplear una embarcación de fibra de vidrio con motor fuera de borda hasta profundidades de 30 m.

A mayor profundidad se dificulta la operación de virado.

• Se recomienda realizar las faenas durante la jornada nocturna, para mejorar la efectividad de las

capturas.

• El tiempo de calado puede oscilar entre las 3 y 6 horas. Después de este tiempo, puede ocurrir

depredación, por lo cual se sugiere revisar las redes.

• Para efectos de caracterización se requiere usar paños de diversos tamaños de luz de malla (2”,

2,5”, 3” y 4”) con el fin de capturar ejemplares de varias especies y longitudes de talla.

• Para muestreos con este arte se recomienda tener en cuenta la profundidad a la cual se va a utilizar,

para así poder determinar la altura de trasmallo, cuyas dimensiones oscilan entre 4 y 8 metros.

a b

Trasmallo de

Superficie

Trasmallo de media

agua

Trasmallo de

fondo

c d

Figura. 4.2. Calado de red de enmalle (a) y virado de red de enmalle (b) (Imagen CSC – INVEMAR).

Diagramas de redes de enmalle caladas a diferentes niveles en la columna de agua (c) (Arias, 1998),

características de una red de enmalle (d) (Herrera, 2006).

4.2.1 Palangres

Es un arte de pesca pasivo formado por una línea madre y líneas colgantes o bajantes con anzuelos

encarnados para atraer y atrapar los peces distribuidos a lo largo de la columna de agua. Su estructura,

tamaño y disposición varía según la especie que se desea capturar, por lo cual pueden quedar fijos o a la

deriva, horizontal (Figura.4.3) o verticalmente (Figura 4.4). En el caso de quedar fijos se anclan al fondo

por medio de lastres que pueden ir en uno o ambos extremos de la línea madre, lo que impide su


81


movimiento por acción de las corrientes o de animales de gran tamaño. Se usa para capturar especies

demersales como pargos o meros, entre otras; mientras que los palangres a la deriva se marcan con

varias boyas en superficie que ayudan a mantener el arte en la profundidad deseada, y su objetivo es

capturar especies pelágicas como tiburones, atunes, espadas, velas o marlines. En ambos casos se marcan

con boyas en superficie y banderines junto a elementos de localización como reflectores de radar o

radiobalizas (Calazans et al. 2011).

La captura con palangre de fondo depende de factores como la topografía general de la zona del

lanzamiento del arte, forma en que se arroja la línea madre, a lo largo de las isóbatas o atravesándolas,

tipo y frecuencia de problemas técnicos como; la línea principal atorada con objetos en el fondo,

presencia o ausencia de supuestos objetos suspendidos en media agua o pérdida de anzuelos debido a

mala maniobra al levantar la línea (Maeda et al. 1988). Este arte, junto con otro arte de pesca pasivo

(nasas, sedales y pesca con anzuelos) son utilizadas para fomentar la protección de las pesquerías, debido

a su alta selectividad (Jacobsen y Joensen 2004).

Figura.4.3. Diagrama descriptivo de un palangre horizontal de superficie (Ilustración de María del

Pilar Parrado - INVEMAR).

En la actualidad, el palangre horizontal de superficie es el más utilizado en la pesca oceánica y se destina

principalmente a la captura de peces pelágicos (Galena-Villaseñor et al. 2009 y Calazans et al. 2011). La

longitud puede variar desde unos cientos de metros hasta 100 km y, la cantidad de anzuelos difiere de

acuerdo a la capacidad de la embarcación y la longitud de la línea madre, pudiendo ser hasta más de

3.000; el tamaño del anzuelo y la carnada varían de acuerdo a la especie objetivo (Calazans et al. 2011 y

Cochrane, 2005).

La ventaja que presenta los palangres en general es que tienen gran cobertura espacial, puede utilizarse

diferentes tamaños de anzuelos para disminuir la selectividad y necesita un menor esfuerzo.

Adicionalmente el palangre vertical se emplea para capturar peces con una distribución vertical amplia,

puede ser ubicado en sitios de difícil acceso para otros artes de pesca como redes de enmalle o arrastre

(Hovgård y Lassen, 2000), siendo efectivo en fondos empinados y se utiliza, tanto en aguas profundas a

más de 1.200 m, como en áreas someras de fondos rugosos (Chun Gil, 2005).

82


NECTON

Figura 4.4. Diagrama descriptivo de un palangre vertical (Ilustración de María del Pilar

Parrado – INVEMAR).


• Se sugiere emplear los palangres horizontales hasta una profundidad de 500 metros, luego de

esto su operación se dificulta. A mayores profundidades deberán emplearse los palangres

verticales.

• Para la fabricación del palangre de fondo se recomienda emplear monofilamento y elaborar

paquetes de 50 o 100 anzuelos de igual tamaño y forma que permitan un fácil cambio en caso de

ruptura del arte. Los anzuelos tipo J #7 o circulares 11/0, pueden ser empleados ya que capturan

ejemplares de diversos tamaños y no resultan ser tan selectivos.

• Se requiere el empleo de boyas intermedias, boyas de señalización con banderines, reflectores

de radar o sistema de radiobalizas, boyas de trabajo a presión, giradores triples o sacavueltas de

plomo, nodrizas o snaps, prensillas, nylon, etc, para construir los palangres.

• La guaya en acero inoxidable también es un material aconsejable en cuanto a durabilidad.

• Cuando la pesca se realiza a grandes profundidades se sugiere acompañar el reinal con un objeto

que brille en la oscuridad como pequeños diamantes de luces LED.

• Cuando los palangres son de deriva se recomienda el uso de un emisor de señales

radioeléctricas que permita identificar fácilmente la posición del arte en el momento de

recuperarlo y evitar la pérdida del equipo.

• Para efectos prácticos de maniobra y estandarización de la captura, se sugiere emplear palangres

horizontales de 3.000 metros de distancia y 300 anzuelos distanciados entre sí cada 10 metros.

La longitud del reinal puede variar entre 5 y 20 metros.

• Con respecto a los palangres verticales, se sugiere emplear palangres de 100 anzuelos (3 lances

por estación) para estandarizar las capturas a 300 anzuelos. La distancia entre un reinal y otro

debe ser superior al doble de la longitud de cada reinal, para evitar enredos entre los anzuelos.


83


4.2.2 Nasas

La pesca con nasas se fundamenta en atraer a los organismos objetivos con carnada, la cual actúa como

estímulo químico, provocando el ingreso al interior del arte de pesca para tener acceso a la misma. Este

mecanismo de pesca es utilizado con el fin de confinar animales acuáticos en un compartimiento de libre

acceso y difícil retorno, por lo que se cataloga como un arte de pesca pasivo, que puede ser empleado

en diversos ecosistemas como ciénagas, estuarios, en zonas cercanas a la costa y en faenas de pesca

oceánica a grandes profundidades; lo que a su vez permite capturar una amplia variedad de organismos

(Figura.4.5) (Calazans et al., 2011).

Figura.4.5. Diagrama de un tren de nasas (Ilustración de Maria del Pilar Parrado).

Su estructura puede tener formas diferentes, como botella, ovoide, tubular, cónica, hexagonal, cuadrada,

rectangular, triangular, circular y forma de Z (Calazans et al. 2011). Pueden construirse de materiales

como madera, hojas de palma, marcos de metal cubiertos con redes, malla metálica o materiales

plásticos (Figura .4.6). El espacio interior de cada nasa depende de las especies objetivo; es necesario un

cálculo adecuado del tamaño para evitar costos innecesarios y el canibalismo de las especies capturadas.

Para los pulpos, las trampas tienen alrededor de 600 cm 3 ; para camarones de 4.000 a 7.000 cm 3 , para el

cangrejo real, entre 250 y 4.500 cm 3 , 20.000 cm 3 para otros cangrejos y para pargos de 4 m 3 (Calazans et

al. 2011).

Este arte de pesca se puede utilizarse sin dificultades en múltiples áreas, bien sea bajas, rocosas o

coralinas, en las cuales el uso de redes es muy complicado y donde emplear cordeles y anzuelos resulta

mucho más laborioso y menos productivo. Se considera que la pesca con nasas tiene una alta eficacia

energética, adicionalmente mantiene la calidad de la captura entre buena y superior, ya que esta por lo

general se mantiene viva y en buena condición. La mortalidad incidental no se considera un problema de

la pesca con nasas por lo que este arte tiene un mínimo efecto negativo sobre los hábitats de fondo (Izzo

et. al., 2000; Cochrane, 2005; FAO, 2010).

84


NECTON

a b

c d

Figura .4.6. Tipos de nasas y materiales. Nasas cónicas de mimbre (a), nasas cilíndricas con armazón

de madera (b) (Arte de pesca, 2013); nasas tipo cajón, de armazón metálico y mallas plásticas (c)

(Pesca profesional, 2013); nasas abatibles de armazón metálico y malla plástica (d) (Imagen CSC -

INVEMAR).

Este equipo de pesca ha demostrado ser muy efectivo y permite la captura de diferentes especies de

peces y otros organismos marinos como crustáceos, equinodermos y moluscos principalmente. Cuando

este ha sido operado en faenas de pesca donde se emplean palangres de fondo, se observa que son

capturados una variedad de organismos diferentes a los atrapados por los palangres, lo que permite una

mejor caracterización de la zona que se está monitoreando.


• La predilección por el material empleado en la construcción de las nasas depende de la

disponibilidad en el mercado, sin embargo, para fines exploratorios se recomienda la fabricación

de estas nasas con estructura metálica, protegiéndola así contra la corrosión, y forrada en malla

plástica, ya que brinda durabilidad y resistencia. Estas mallas pueden ser tejidas con un material

resistente y de buen calibre para evitar que los organismos hagan agujeros en ellas y escapen.

• Se sugiere unir las nasas en serie o trenes de nasas para mejorar la efectividad y reducir tiempos

de operación. Dependiendo de la profundidad, se pueden unir entre 5 a 20 nasas por calado. La

distancia entre cada nasa, debe ser superior a 60 metros para evitar que las corrientes marinas

durante su calado sobrepongan las nasas en el fondo.

• Cada extremo del tren de nasas debe estar unido a una línea madre que se sujeta en superficie a

una boya y un banderín. Esto permite la señalización en superficie de la posición de las nasas y

actúan como línea de seguridad en caso de ruptura de uno de los cabos. El largo de la línea que

sujeta las nasas debe superior a 1,7 veces la profundidad a la que se cala este arte.


85


• Se recomienda el uso de un emisor de señales radioeléctricas que permita identificar fácilmente

la posición del arte en el momento de recuperarlo, cuando las nasas son caladas a grandes

distancias de la costa.

• Para el empleo de nasas en áreas alejadas de la costa y a grandes profundidades, es necesario el

uso de una embarcación mayor que tenga un sistema de winches para cobrar la línea madre.

• Emplear en cada nasa un lastre que asegure su permanencia en el lecho marino.

• Se debe determinar la dirección del calado según las corrientes para facilitar el virado y disminuir

el movimiento del arte por acción de la deriva.

• Cuando la pesca se realiza a profundidades afóticas, se sugiere acompañar la bolsa de carnada

con un objeto que brille en la oscuridad como pequeños diamantes de luces LED.

4.2.3 Redes de arrastre

4.2.3.1 Red de cerco bolichera

Este arte está formado por un rectángulo de red que se estrecha en sus extremos, la cuerda superior o

relinga tiene elementos de flotación mientras que la relinga inferior esta lastrada con plomos. La

maniobra inicia al detectar un cardumen, bien sea a simple vista en superficie o con algún equipo especial

como ecosonda o radar, incluso algunas aves actúan como indicadores de la presencia de peces. A

continuación cercan el área rápidamente dejando encerrados los peces, el cardumen se mantiene

cercado hasta el momento de cerrar la red para su izado, se recoge la red subiéndola junto con el

pescado a la embarcación (Figura 4.7), actuando así como un arte de pesca activo. La selectividad está

dada por el tamaño de luz de la malla.

ab c

Figura 4.7. a). Diagrama de una red bolichera (Izzo et al., 2010). b y c). Operación de un boliche con

la comunidad Wayuú en La Guajira (b y c) (Imagen CSC - INVEMAR).


• Se recomienda que siempre haya un vigía que coordine la maniobra.

• Es una actividad que requiere experiencia por lo cual se trabaja con pescadores locales (mínimo

6). En La Guajira se hacen inmersiones a pulmón para cerrar la red, cuando esta no tiene jareta.

• La luz de malla depende de la captura objetivo, aunque las más utilizadas son de 3,5" y 4".

• La pesca con red de cerco está orientada a especies pelágicas que se concentren en cardúmenes

y preferiblemente en fondos someros cercanos a la costa.

4.2.3.2 Chinchorro playero

Es una de las redes más utilizadas en la pesca costera mundial; este está formado por una malla de hilo

combinada de fibra natural y sintética, en cuya parte central presenta un saco o copo, lateralmente posee

unas alas conformadas por paños de mayor luz de malla. A lo largo de la parte superior de las alas,

pasando por la boca del copo, se ubica la relinga de flotadores y en la parte inferior la de plomos. Las

alas del chinchorro producen un efecto de evasión durante la operación, que propicia el desplazamiento

de los peces hacia el copo. (Gómez-Canchong et al., 2004). La maniobra de calado de este arte comienza

dejando un cabo en tierra y con una lancha se extiende la red; se regresa a la playa con el otro extremo

86


NECTON

del cabo; después, con la participación de varias personas se cobra (Valdés, 2008). Cuando la red está

próxima a la orilla, un pescador se mete al mar y junta las dos alas que, con sus plomos, ha venido

arrastrando todo el fondo y capturando activamente diferentes especies de peces tanto de fondo como

de media agua (Figura.4.8) (Inapesca, 2009). Este arte es diseñado con redes de poliamida monofilamento

y/o multifilamento con longitudes que oscilan entre los 60 a 800 m y con tamaños de mallas entre 3,0 –

254,0 mm en el cuerpo de la red, mientras que en el copo los diámetros más utilizados están entre 10.0

– 76,2 mm (Rueda et al, 2010).

a b

d c

Figura.4.8. Diagrama ilustrativo de las características de un chinchorro playero con falso copo (a),

sin copo (b) (Arias, 1998). Transporte de un chinchorro para su calado (c); virado de chinchorro

playero (d), (Imágenes CSC – INVEMAR).


• Es necesaria una verificación previa del chinchorro, para garantizar que el copo y las alas no se

encuentran en mal estado, lo cual permita la salida de algunos individuos.

• Se recomienda que siempre haya un vigía que coordine la maniobra.

• La operación requiere más de 10 pescadores distribuidos a cada lado de los cabos para halar y

en el bote para calar el arte de pesca y revisar el encierro de la red.

• Se necesita una embarcación con motor fuera de borda para realizar la maniobra y que esta sea

más efectiva.

• Se sugiere supervisar las capturas, ya que algunos pescadores tienden a descartar o escoger para

ellos algunos ejemplares.

• Es muy efectiva cuando es utilizada a poca profundidad.

• Conocer el área donde se va a realizar esta maniobra para que las estructuras del fondo no

afecten el arte, así como este arte tampoco afecte las formaciones coralinas que puedan estar

presentes.


87


4.2.3.3 Red de arrastre demersal

Este arte es arrastrado sobre el fondo marino a diferentes velocidades en función de las especies objeto

de capturar, dependiendo de la duración del arrastre, de la densidad del recurso y la forma, tipo y

pendiente del fondo. Este tipo de red se describirá con más detalle en la sección de epifauna en el

capítulo de fondos blandos.

4.2.4 Atarrayas

Es un arte de pesca que se emplea para la captura de diversos organismos acuáticos (agua dulce, esteros

o bahías); en función de la especie que se desea capturar, se determinan las características de la red, así

como del material de construcción. Estos equipos tienen forma cónica y pueden ser operados en aguas

someras o profundas, a pie o por medio de una embarcación menor (Figura.4.9), según sea el caso

(Inapesca, 2009).

Las atarrayas están constituidas por las siguientes partes: a) Cuerpo de la red, que generalmente forma el

bolso o copo donde se concentra la captura y tiene el mismo tamaño de malla en toda la sección, b) línea

de plomos en la parte inferior que entra en contacto inmediatamente con el fondo cuando la red está en

operación y c) guindaleza, el cabo de recuperación (Inpesca, 2009; Rueda et al, 2010). La construcción

artesanal de este aparejo de pesca se realiza manualmente con nylon monofilamento y/o multifilamento.

Las atarrayas más utilizadas oscilan entre los 2 a 6 m de longitud total, mientras que los tamaños de

mallas están entre los 12,5 y 88,9 mm (Rueda et al, 2010).

a b c

Figura.4.9. Diagrama descriptivo de una atarraya con bolsa (c) (Bencosme, 2011). Uso de una

atarraya sin embarcación (a), utilización de una atarraya desde una canoa (b) (Imagen CSC –

INVEMAR),


• Es importante que la persona que emplee este método de pesca cuente con experiencia en la

operación del arte.

• Cuando se opere desde una embarcación, que esta cuente con un espacio apropiado para que el

atarrayero pueda lanzar correctamente.

• Se recomienda no usar en áreas demasiado someras ya que pueden enredarse, por otra parte si

son aguas muy profundas el arte no es efectivo (más de 5 m).

• Debe estandarizarse el esfuerzo de muestreo, al número mínimo de lances que alcance la riqueza

máxima de especies encontradas en un sitio dado.

88


NECTON

• Se debe tener en cuenta las especies objetivo del monitoreo para poder determinar con certeza

el tipo de atarraya y los tamaños de malla a utilizar.

4.2.5 Pesca eléctrica

Este método consiste en una corriente descargada que fluye entre dos electrodos dispuestos en el agua,

que al tener contacto con los peces produce un estado de electrotaxis (natación de forma obligada),

electrotétano (contracción muscular) y electronarcosis (relajación muscular) (Lobón–Cerviá, 1991) lo

que facilita su captura con una red u otro arte. Usualmente se adapta a la red, y se sujeta una cadena en

la parte inferior para evitar que los peces se escapen. La capturabilidad está directamente relacionada

con el tamaño de los peces y la conductibilidad del agua, lo que significa que entre más pequeños los

individuos y menor conductiva sea el agua, hay menos eficiencia de captura. Adicionalmente, es el

método que más se adecúa a las condiciones que presentan los cuerpos de agua torrentosos y fondos

pedregosos, y el más utilizado para estimar la abundancia y composición en ecosistemas dulceacuícolas

(Maldonado-Ocampo et. al., 2005). Usualmente la electro pesca es realizada en agua dulce (ríos y lagos),

aunque ya existen reportes de capturas con este método en estuarios y desembocaduras de ríos (Zunino

et al. 2009, McLain y Castillo, 2010). La ventaja que presenta frente a artes de pesca convencionales es

que los peces muestreados se pueden reincorporar a la población, protegiendo de esta manera el

ecosistema (Lobón–Cerviá, 1991).

Vicentín et. al. 2009, menciona la existencia de diferentes tipos de pesca donde se destacan tipo mochila

(back pack model), la barcaza para remolcar (towed barge model), y los equipos instalados en botes

tripulados (boat mounted model, también llamados “stunboat”) (Figura.4.10).

4.2.6 Censos visuales

Los censos visuales son un método de observación directa de la fauna íctica que permite una estimación

de los principales aspectos comunitarios (estructura, análisis trófico y tallas) y aspectos poblacionales de

ciertas especies susceptibles de explotación. Este método da cierta ventaja con respecto a otros

métodos de observación indirecta y de extracción, al permitir analizar el estado de salud de los arrecifes

y ecosistemas asociados; y una buena comprensión de la dinámica de las pesquerías.

Los censos visuales se pueden realizar de diferentes maneras, siendo las más comunes el uso de snorkel

o buceo autónomo. En algunos casos, las cámaras, videocámaras o vehículos sumergibles (ROV) sirven

para sobrepasar las limitaciones del censo con los buzos. Generalmente, este método permite evaluar la

fauna íctica asociada a fondos vegetados como las praderas de fanerógamas marinas y tapetes algales; los

fondos duros como las formaciones rocosas, coralinas y arrecifes artificiales; las estructuras suspendidas

tales como los dispositivos agregadores de peces (DAP), boyas y objetos flotantes; y las estructuras

verticales hincadas como los muelles, pilotes, plataformas extractivas, entre otros.

La elección del método de muestreo es una de las decisiones más importantes a la hora de abordar el

estudio de organismos. Para el empleo de los censos visuales, se requiere condiciones de iluminación

permanente (jornada diurna) preferiblemente entre las 10:00 y las 14:00 horas, cuando hay mayor

visibilidad bajo el agua (superior a 5 metros), aguas tranquilas con poca interferencia de corrientes y

oleaje, aguas superficiales hasta los 20 metros de profundidad, y las condiciones inherentes al estado

físico de los buzos como la resistencia al frío y a la fatiga principalmente. Luego de revisar estas

condiciones, se necesita seleccionar la técnica de muestreo que permita optimizar la exactitud y la

precisión de las estimaciones, con el costo tanto en tiempo como en dinero y la facilidad de manejo. Para

los análisis de diversidad en los estudios ambientales, se proponen las siguientes técnicas, las cuales han

sido tomadas y modificadas del protocolo diseñado por el programa internacional AGRRA (Atlantic and

Gulf Rapid Reef Assessment) (Lang et. al., 2010); Manual de Métodos del Sistema Nacional de Monitoreo

de Arrecifes Coralinos en Colombia- SIMAC (2002).


89


a b

c d

Figura.4.10. Ilustraciones de diferentes tipos de equipos de pesca eléctrica. Tipo mochila (a)

(Somerset, 2003) o back pack model (b) (Pradillo, 2011). Barcaza para remolcar o towed barge

model (c) (Clough, 2009) y botes tripulados o stunboat (d) (Fishbio, 2011).

4.2.6.1 Método de transecto de bandas:

Este método consiste en identificar y contar los peces que observe el buzo, durante el recorrido sobre la

línea de un transecto, establecido previamente, con la ayuda de un equipo de buceo autónomo SCUBA

(Figura.4.12), únicamente a ambos lados del transecto, cinco metros por delante del cuerpo y los

individuos que pasen por delante, registrando el tiempo. La altura con respecto al suelo varía

dependiendo de los peces objetivo del censo (demersales o pelágicos). Se ubican los transectos

desplegando los flexómetros 30 m, posteriormente se estima el ancho de la banda a censar.

Normalmente los censos visuales no incluyen a los peces crípticos, debido a los problemas para la

identificación y cuantificación (p. ej., Ackerman y Bellwood 2000, Willis 2001). Sin embargo, con

experiencia previa y utilizando un mayor tiempo de muestreo es posible contabilizar los individuos de

estas especies (González-Cabello, 2003). Sirve para determinar riqueza y abundancia, aportando mejores

estimados de densidad.


• Este método es recomendado ya que minimiza la tendencia de subestimar el número de especies

presentes en el área de estudio y cubre un área mayor en cada censo.

• Se sugiere usar transectos de 30 m de largo por dos metros de ancho, para especies pequeñas o

cripticas, o cinco metros, para especies grandes, no solo por el costo-beneficio del tamaño de

unidad muestreal sino por la facilidad de comparación con otros estudios.

• Hacer lo posible por registrar en el primer trayecto las especies que pueden ser ahuyentadas por

el paso del buzo, y en el de regreso las especies de desplazamiento limitado o que no dejan el

área de observación por el paso del observador.

90


NECTON

• El buzo debe tratar de nadar a velocidad constante, sin detenerse, hasta completar la

identificación y el conteo en el otro extremo del transecto.

• Se sugiere estimar el ancho de los transectos tomando como guía, la extensión de los brazos

colocados lateralmente a la altura de los hombros.

• Se recomienda que los observadores calibren el método previamente, para contrarrestar los

posibles efectos de variación en el muestreo.

• Se propone usar este método en áreas grandes donde sea posible realizar el suficiente número

de transectos requeridos para que el estudio sea representativo.

• Se sugiere realizar los censos de transectos de bandas, sobre los mismos transectos empleados

para determinar la cobertura y densidad coralina.

4.2.6.2 Método de buceo errante

El método de buceo errante se fundamenta en registrar las especies y su abundancia, nadando libremente

en el sitio de muestreo (Figura.4.12), por el mayor tiempo posible, según las restricciones de buceo. Se

realizan desplazamientos con una duración de 30 minutos para el Caribe y 20 para el Pacífico. El censo

inicia en el punto central de muestreo a partir del cual dos buzos nadan en direcciones contrarias por 15

minutos alejándose del centro y posteriormente retornan en dirección al punto de partida. Se repite el

procedimiento para formar una cruz sobre el punto de muestreo (Figura.4.11). Durante los

desplazamientos se registran en la tabla acrílica todas las especies de peces que sean observadas tanto en

la columna de agua como nadando sobre el sustrato o posados en el mismo. Se deben explorar todos los

lugares incluidas grietas, esponjas, parches de arena o cualquier refugio posible para los peces.

Figura.4.11. Desplazamientos sugeridos para el censo de buceo errante, para peces arrecifales.


• Se deben realizar al menos cuatro censos por punto de muestreo.

• Se sugiere hacer reconocimientos previos en poco tiempo para determinar las unidades

ecológicas de paisaje coralino (UEPC).

• Anotar las características del fondo como: cobertura relativa de sustratos y componentes de la

biota sésil dominante.

• Este método es recomendado para áreas pequeñas, parchosas, muelles, pilotes, estructuras

artificiales que pueden ser fácilmente identificadas y censadas en su totalidad.


91


Figura.4.12. Diagrama de algunos métodos de monitoreo mediante buceo (Ilustración de María del

Pilar Parrado – INVEMAR).

4.2.6.3 Método del cilindro estacionario.

Este método se caracteriza por censar las especies observadas dentro de un cilindro imaginario, cuya

altura es la de la columna de agua y cinco metros de radio durante cinco minutos, aunque esta distancia

puede variar, se aconseja este radio para optimizar la identificación. Parte del centro del cilindro girando

15° aproximadamente al cabo de 5 minutos, siempre en el mismo sentido. Tanto el tiempo como la

distribución de este, dependen de condiciones locales como: visibilidad y profundidad o abundancia de

cardúmenes (Bohnsack y Bannerot, 1986). Esta técnica se enfoca en la abundancia relativa y la frecuencia

de ocurrencia de todas las especies observadas en el área de estudio.


• Asegurarse de que el área de estudio tenga óptima visibilidad, por lo menos 10 metros.

• Los investigadores que participen deben tener mucho entrenamiento, ya que deben identificar

especies a distancias más lejanas.

• Se recomienda calcular previamente el tamaño del cilindro, con un flexómetro en un arenal.

• Se aconseja usar este método en un lugar sin corrientes, debido a la necesidad de que el buzo

permanezca en el mismo sitio.

• Además se sugiere que se empiece por registrar los cardúmenes e identificarlos para no

volverlos a contarlos, para luego poder concentrarse en las especies menos abundantes.

Recomendaciones generales:

• Se sugiere que durante los censos solo se encuentren en el área los investigadores que llevan a

cabo el estudio, ya que muchos peces son atraídos o ahuyentados por la presencia humana.

92


NECTON

• Cuando se anote las especies observadas se aconseja simplificar los nombres o usar abreviaturas

para optimizar el tiempo.

• Se recomienda usar categorías de log 10 para determinar abundancias y así optimizar el tiempo de

sumersión, ejemplo: A= 1 individuo, B= 2-10 individuos, C= 11-100 individuos y D= más de 100

individuos.

4.2.7 Censos remotos con video

4.2.7.1 Remotely operated vehicle (ROV)

Este método se fundamenta en la observación de ecosistemas donde se agrupen peces como arrecifes o

hot spots, mediante el uso de un robot submarino que se encuentra conectado por medio de un cable

de fibra óptica, a un barco en superficie (Figura.4.13). Tanto la energía como las órdenes e información,

se transmiten desde y hacia el control de mando ubicado en la embarcación.


• Se sugiere usarlos en casos donde se necesite sobrepasar los límites de buzos, debido a los altos

costos de operación.

4.2.7.2 Beating Remote Underwater Video (BRUV)

Otro método común son los BRUV Beating Remote Underwater Video, los cuales tienen una estructura

mucho más sencilla ya que consta de una cámara con housing y un brazo que tienen adherida carnada

exclusiva para los peces que se desean estudiar. Tiene un efecto negativo en la eficiencia del método en

cuanto a la visibilidad de muestreo, la incapacidad de detectar especies crípticas y la determinación del

área de muestreo debido a las variables asociadas a la dispersión del cebo (Figura.4.13). Sin embargo

presenta grandes ventajas como: el poder usarse en profundidades por debajo de las seguras para buceo

enriquecido, es un método no destructivo, es poco perceptible por los diferentes animales permitiendo

así su captura visual, puede estimar con gran precisión parámetros como longitud y biomasa utilizando

software especializados y brinda imágenes detalladas de tipo de hábitat y características propias del área

(Lowry et al., 2012, Taylor et al., 2013).

Figura.4.13. Diagrama de equipos de para realización de censos con video (Ilustración de María del

Pilar Parrado).


93



• En el primer descenso del equipo es aconsejable dejarlo inmóvil un tiempo prudencial mientras

se dispersa el sedimento levantado por el dispositivo y así se garantiza una mejor visibilidad.

• Ambos métodos son exclusivos para evaluar fauna íctica asociada a fondos vegetados como

praderas de fanerógamas marinas y tapetes algales; fondos duros como formaciones rocosas,

coralinas y arrecifales o estructuras hincadas o ancladas al fondo como pilotes, plataformas,

barcos, entre otros.


Debido a que los peces poseen la suficiente plasticidad fisiológica que les permite responder a los

cambios de variables ambientales como salinidad, turbidez y temperatura, estos organismos son

considerados un componente importante e integral de muchos sistemas costeros. Igualmente poseen una

plasticidad conductual que les permiten utilizar espacial y temporalmente diferentes hábitats cuando su

ambiente es deteriorado (Vega-Cendejas, 2004).

El estudio de las comunidades de peces considerando las características de las diferentes especies en un

sistema con referencia a su nicho trófico, modalidad reproductiva, requerimientos de hábitat y tolerancia

a algunos variables abióticas, permite comprender aspectos importantes acerca del funcionamiento del

ecosistema e identificar las fuentes de afectación al mismo (Das y Chakrabarty, 2007).

Dependiendo del objetivo de estudio se tiene en cuenta factores ambientales constantes como:

coordenadas, biotipo, sección del lugar, dirección del viento, profundidad, substrato; y factores variables

como: día, tiempo, visibilidad, corriente, salinidad, temperatura del agua, cobertura de organismos en el

sustrato y organismos asociados (Labrosse et. al., 2002).

Con los censo visuales se puede correlacionar los peces y los factores ambientales permitiendo

determinar posibles vínculos entre los parámetros de la población o parte de la estructura poblacional

como: media de riqueza por especies, densidad o biomasa y ciertos elementos básicos del hábitat y el

medio ambiente como los componentes del sustrato o abundancia de organismos vivos asociados, lo que

a su vez permite conocer el estado o salud del hábitat del arrecife (Labrosse et. al., 2002), por esto se

aplican como indicadores biológicos. Además permiten realizar comparaciones en el espacio, en relación

a la localización de recursos y la determinación de sus características en función de sitio, biotopos o

zonas sujetas a presiones de pesca, y / o el tiempo para detectar tendencias (FAO, 1988).


El manual describe con claridad los métodos que se deben emplear de acuerdo a las especies objetivos y

a los ambientes que se desea estudiar, pero es importante tener en cuenta aspectos técnicos como los

que muestran en la Figura.4.14, para poder realizar de manera satisfactoria las actividades deseadas.

94


NECTON

Aspectos

logísticos

Reunión Pre

operativa

• Determinación de los métodos de muestreos idóneos para el lugar a monitorear.

• Contactar al personal técnico para la realización de las faenas de pesca,

preferiblemente que conozca el área de estudio.

• Verificar que las características de la embarcación seleccionada se adecuen a las

necesidades del muestreo.

• Se socializa el total de la actividad de a realizar.

• Se asignan funcionen al personal que participará.

• Determinación de posibles riesgos y recomendaciones de trabajo seguro.

Traslado a

lugares de

muestreo

• Este traslado se realiza temprano por la mañana para aprovechar las horas luz y la calma del

mar.

• En los muestreos en barco, este se desplaza desde el lugar de fondeo hasta la zona de

estudio, previo calculo de la distancia al área de trabajo.

Faenas de

pesca

• De acuerdo al método de pesca que será empleado le tiempo de duración de la faena de

pesca varía.

• Emplear los métodos de muestreo menos selectivos y más adecuados al ambiente que se

espera monitorear.

Protocolo de

Comunicación

• Es prudente que se respete el protocolo de comunicación, especialmente cuando se está

trabajando retirado de la costa, en lugares de difícil acceso o con problemas de seguridad.

• El investigador lo la persona encargada de la comunicación deberá respetar en la medida

de lo posible el horario definido para la comunicación con la base.

Figura.4.14 Proceso de trabajo en campo para los muestreos de necton.


Posterior al trabajo en campo continúa una actividad de igual trascendencia como es el trabajo en

laboratorio, este debe realizarse de manera ordenada y en condiciones contraladas (Figura.4.15), para

poder brindarle un tratamiento adecuado a las muestras.

Los organismos capturados deben ser identificados hasta el nivel más bajo posible, preferiblemente hasta

especie, utilizando guías de campo especializadas. El listado de las especies debe presentado con los

nombres actualizados y de acuerdo a lo registrados por sistemas de información taxonómica

especializados y reconocidos.


95


Identificación

de peces

• Preferiblemente realizarla en fresco.

• Emplear bibliografía especializada.

Medición de

especímenes

• Registrar la longitud total (LT) y estándar (LS).

• Emplear un ictiómetro de lámina acrílica con escala

en mm y cm.

Pesaje de

organismos

• Utilizar balanzas semianalítica previamente calibradas.

Determinación de

sexo

• Disectar haciendo un corte ventral desde el ano

hasta el itsmo para determina el sexo y la madurez

gonadal.

Registro de la

información

• La información de cada organismo se almacena en

una base.

• Incluir en la BD las variables ambientales de las

estaciones.

Figura.4.15. Proceso de trabajo en laboratorio con muestras de peces.


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99


100


FONDOS BLANDOS

FONDOS BLANDOS

Fabián Andrés Cortés Pineda, José Aníbal Ruíz López y Milena Benavides


101


102


FONDOS BLANDOS

5 FONDOS BLANDOS

5.1 INTRODUCCIÓN

Los fondos blandos son uno de los hábitats más extensos del mundo, y se encuentran constituidos por

arcillas, limos, arenas y gravas, en distintas proporciones (Carrasco, 2004; Gray y Elliott, 2009; Sanz,

2011), esto lo hace un sustrato inestable y de baja complejidad topográfica (Mckeeet al., 2004). Se

distribuye desde la zona infralitoral hasta las zonas abisales, sin incluir la zona intermareal que

corresponde a las playas, ni los fondos con vegetación (Mckeeet al., 2004). Debido a que la cantidad de

seres autótrofos en estos hábitats es muy limitada, la fuente principal de alimento es importada desde

otras zonas a través de la columna de agua, por tanto la disponibilidad de alimento está condicionada por

el aporte de materia orgánica que reciba el ecosistema. Lo anterior, regula la cantidad e identidad de las

especies que viven en una determinada zona. Por consiguiente, las zonas costeras más próximas a tierra

(en los primeros 50-100 m de profundidad aproximadamente) es donde la abundancia y diversidad de

especies bentónicases mayor (Sanz, 2011).

Los organismos que viven asociados alossedimentos se dominan bentos o comunidades bentónicas de

fondos blandos. Estos se pueden clasificar de acuerdo a diferente criterios, si son móviles, sedentarios o

sésiles (fijado a un solo lugar, inmóviles) y por su posición en relación con el sedimento. De acuerdo a

esta última clasificación los organismos bentónicos que habitan sobre la superficie de los sustratos, son

llamados epibiontes, que refiriéndose al componente animal se denominan epifauna o exofauna y pueden

vivir fijos al sustrato, otros pueden caminar sobre él, arrastrarse, o nadar en sus inmediaciones

(nectobentos) y los que habitan dentro del sedimento son conocidos como infauna, o con menos

frecuencia como endofauna (Gray y Elliott, 2009; Villamar, 2009). A su vez, cada uno de éstos se puede

separar de acuerdo al tamaño del poro de la mallan utilizada para retenerlos:

• microfauna: <63 µm (ciliados, rotíferos, sarcodines).

• meiofauna: 63–500 µm (nematodos, oligoquetos, gastrotricos).

• macrofauna: 500 µm–5 cm (poliquetos, anfípodos, bivalvos).

• megafauna: >5 cm (equinodermos, decápodos).

Otra forma de división de los organismos bentónicos es la clasificación trófica, que consiste en

diferenciar entre herbívoros, omnívoros y carnívoros. El flujo del alimento va desde la columna de agua

hacia la superficie del sedimento y luego dentro de este, razón por la cual, tanto los organismos

filtradores como los depositívoros, están limitados a la superficie del sedimento. Dentro de los grupos

taxonómicos se destacan los poliquetos, crustáceos, moluscos y equinodermos, por su diversidad y

abundancia (Guzmán-Álviset al., 2001; Carrasco, 2004; Guzmán-Álvis y Ardila, 2004). Los anfípodos, los

ostrácodos, isópodos, tanaidáceos, mysidáceos y los decápodos pequeños son considerados los

crustáceos dominantes. Por su parte los moluscos se encuentran representados por varias especies de

bivalvos excavadores y algunos gastrópodos que viven en la superficie. Entre los equinodermos se

incluyen a los ofiuros, estrellas de mar y holoturias o pepinos de mar (Carrasco, 2004).

En Colombia los estudios sobre comunidades de fondos blandos en su mayoría corresponden a

inventarios taxonómicos, aspectos descriptivos y recientemente a trabajos sobre la ecología de estas

comunidades bentónicas. En cuanto al Caribe colombiano la investigación sobre la macrofaunabentónica

inició con expediciones llevadas a cabo esporádicamente por taxónomos extranjeros a finales del siglo

XIX (Díaz et al., 1998), seguidas de unas pocas campañas durante el siglo XX que se intensificaron a


103


finales del mismo y a comienzos del XXI, con muestreos biológico puntuales por medio de cruceros

oceanográficos nacionales, de los que se derivaron varios trabajos de tipo taxonómico (Ardila, 2000;

Gracia, 2000; Ardila y Díaz, 2002; Gracia, et al., 2002; Ardila y Valdés, 2004; Ardila y Rachello, 2004;

González et al., 2002; Gracia et al., 2004; Ardila y Harasewych, 2005). Así mismo, a finales del siglo XX y

comienzos del XXI, se inició una serie de estudios sobre la ecología del bentos encaminados a examinar

su variación espaciotemporal y la relación de estas con las variables ambientales (García et al., 1992 ;

Guzmán y Díaz, 1993; Guzmán y Díaz; 1996; Guzmán y Solano, 1997; Vides, 1999 ; Guzmán et al., 2001;

Guzmán y Ardila, 2004; Guzmán y Carrasco, 2005 ; Guzmán-Alvis et al., 2006; Fontalvo et al., 2010,

entre otros). Invemar (2010), dentro de la compilación del producto de varios años de investigación

marina de las aguas profundas, la plataforma continental y el talud superior del Caribe colombiano,

describe la macrofauna y megafauna asociada al margen continental y talud del Caribe colombiano.

En el Pacífico colombiano, la estudios sobre los organismos bentónicos de fondos blandos son más

escasos que para el Caribe, sin embargo, las primeras expediciones iniciaron también a finales del siglo

XIX (Díaz et al., 1998), continuando con muestreos biológicos puntuales a finales del siglo XX y a

comienzos del XXI (Cantera, 1980a; Cantera, 1980b; Cosel, 1984; Laverde, 1986; Murillo, 1988; Cantera

y Neira, 1988; Cantera et al., 1988; Cantera y Ocampo, 1988; Lemaitre y Alvarez , 1992; Cantera et al.,

1992 a; Cantera et al., 1992b). Solo hasta principios del siglo XXI, se registran estudios sobre los cambios

espaciotemporales del ambiente y las comunidades de fondos blandos (Solano et al., 2001; Guevara et al.,

2011; Cortés et al., 2012, entre otros).

Las comunidades bentónicas de fondos blandos son ampliamente utilizadas en programas de monitoreo,

evaluación y vigilancia en muchas partes del mundo, ya que, se consideran buenos indicadores de

perturbaciones antropogénicas y naturales, debido a que presentan una amplia diversidad, tamaños,

formas de vida, alimentación, comportamiento, y respuesta rápida a las perturbaciones. La mayoría de

ellas tienen poca movilidad, ciclos de vida largos, amplia tolerancia al estrés y están íntimamente

asociadas al sedimento (donde se acumula material orgánico particulado y/o tóxico). Además de

presentar un estrecho vínculo con la trama alimentaria pelágica, llevando los contaminantes hacia los

niveles tróficos superiores, como los peces y el hombre; igualmente, son importantes en el reciclamiento

de nutrientes en la columna de agua. Es así, como los atributos de la estructura de estas comunidades

como composición de especies, variables cuantitativas, grupos tróficos y la identificación de una serie de

especies indicadoras, pueden reflejar la calidad del ambiente y permiten la compresión del

funcionamiento de los ecosistemas marinos (Guzmán-Álvis et al., 2001; Guzmán-Álvis y Ardila, 2004;

Gray y Elliott, 2009).


5.2.1.1 Infauna

Existen algunos equipos de uso tradicional para la recolección de muestras de infauna en fondos blandos,

con aplicación a estudios ambientales. Entre estos están los de muestreo directo (nucleadores), donde el

equipo es usado de forma manual por el investigador, y de muestreo remoto (draga, box core, etc.), los

cuales son lanzados mediante cables o cabos desde una embarcación. La selección del equipo a usar

depende del tamaño de la embarcación, capacidad del mecanismo de levante del equipo, si el muestreo

se realiza en aguas abiertas o costeras, la profundidad, del tipo de sedimento y tipo de muestra requerida

(Eleftheriou y Moore, 2005).

• Nucleadores (Corazonadores)

Es un elemento económico y sencillo para recolectar muestras cuantitativas en sedimentos poco

profundos. Consiste básicamente de un tubo generalmente de PVC, con diámetros que oscilan entre 5 y

104


FONDOS BLANDOS

15 cm de acuerdo al objetivo del estudio, y de longitud hasta de 1 m, el cual es sellado herméticamente

con un tapón para generar vacío (Figura 5.2a). Se requieren dos buzos para su uso, uno extrae el

nucleador y el otro recibe la muestra en una bolsa plástica o recipiente adecuado. Se debe evitar

pérdidas del sedimento al momento de la extracción y almacenamiento de la muestra (Munro, 2010).

• Dragas

Entre la amplia variedad de dragas que se tienen para muestreo en fondos blandos (Figura.5.1), la de tipo

van Veen (Figura 5.2b) es una de las más utilizadas. Se usa especialmente para obtener muestras de

organismos sésiles o con poca movilidad que habitan dentro del sedimento, con fines cuantitativos,

siendo adoptada como el muestreador estándar para investigación en algunos países (Eleftheriou y

Moore, 2005). Esta draga posee dos brazos rígidos unidos a las "cucharas", lo cual la hace muy efectivas,

ya que evitan que estas se mueva de manera descontrolada durante la maniobra del equipo, debido al

movimiento de la embarcación, oleaje y corrientes. Otros modelos emplean cadenas, brazos articulados

o mecanismos de liberación que dificultan la operación y por lo tanto su uso no ha sido tan extenso

(Eleftheriou y Moore, 2005).

a b

c d

Figura.5.1. Algunos tipos de muestreadores usados para estudios de la infauna en el mundo. a) Draga

Petersen, b) draga Okean, c) draga Smith–McIntyre y d) caja muestreadora tipo Reineck. Tomado

de Eleftheriou y Mclntyre, 2005.


105


• ajas muestreadoras (Box core)

Utilizados ampliamente en muestreos profundos, aunque también es efectivo en aguas someras. El

muestreo con este equipo se debe realizar desde embarcaciones grandes, debido a su gran peso. Está

diseñado para evitar al máximo la perturbación en la superficie del sedimento al momento de penetrarlo.

Dependiendo de su capacidad, permite extraer muestras al mismo tiempo para análisis demacrofauna,

meiofauna, geoquímica y sedimentología (Eleftheriou y Moore, 2005). Su área de muestreo oscila entre

200 y 2500 cm 2 y su penetración en el sedimento puede alcanzar los 50 cm dependiendo del modelo, la

cual puede ser controlada de acuerdo al peso que se le agregue (Figura 5.2c, d). Su capacidad para la

recolecta de gran cantidad de muestra permite la optimización del tiempo y del esfuerzo de muestreo.

a b c

Figura 5.2. Muestreadores de fondos blandos de mayor uso en estudios ambientales marinos. a)

Nucleador (0,018 m 2 ); b) Draga van Veen (0,04 - 0,075 m 2 ); c) Box core para aguas profundas (0,0625

- 0,250 m 2 ).

5.2.1.2 Epifauna

Existen varios equipos y técnicas que han sido descritos para la recolección de la epifauna. Para la

escogencia y el correcto funcionamiento de estos artefactos es necesario tener en cuenta las condiciones

propias del arte (tipo de embarcación, grúas, whinches y personal capacitado) y las condiciones locales

del área a trabajar (profundidad, tipo de sedimento, conocimiento previo del tipo de fauna que se puede

obtener en el lugar).

• Redes de arrastre

Las redes de arrastre comerciales como la Beamtrawl (redes de arrastre de vara) y laAgassiz (Figura 5.3 a

y b) como también las redes de arrastre camaroneras (Figura 5.4a) han sido adaptadas a muestreos con

fines investigativos, generalmente cualitativos. Estas redes están diseñadas para deslizarse sobre la

superficie del suelo lo que las hace ideales para recolectar algunos organismos de la epifauna, especies de

peces, cefalópodos y crustáceos asociados con el fondo. La eficiencia de estos artefactos en términos de

número de individuos capturados versus al área arrastrada por la red es baja y muy selectiva (Eleftheriou

y Moore, 2005). Sin embargo, algunos autores han sugerido adaptaciones a estas artes para obtener

resultados cuantitativos así sean parciales (Eleftheriou y Mclntyre, 2005). Carey y Heyamoto (1972) En:

Eleftheriou y Mclntyse (2005) usaron un temporizador – profundidad conectado a un monitor para

poder observar el desarrollo de una red de arrastre sobre el fondo, adicionando señales acústicas. Más

recientemente, Diener y Rimer (1993) En: Eleftheriou y Mclntyre (2005) desarrollaron e instalaron un

dispositivo digital (BENSEM – Medidor de efectividad béntico) en las puertas de una red de arrastre

camaronera mejorando la exactitud y consistencia del muestreo.

106


FONDOS BLANDOS

• Trineos de fondo

Muchos tipos de trineos han sido diseñados para la obtención de epifauna del fondo marino

(Figura 5.4b). El diseño estándar de éste artefacto es un neumático de apertura y cierre que

garantiza que el muestreo solamente se hará cuando el trineo esté en contacto con el fondo. El

uso de pesos y mecanismos de apertura y cierre así como una red protectora asegura un

muestreo más eficiente y más fácil de operar. Estos artefactos son particularmente útiles para el

muestreo de fondos profundos; recientemente, Zamorano et al. (2012) utilizaron un trineo

bentónico modificado, con base en varios diseños disponibles en la literatura (Sorbe, 1983;

Guennegan y Martin, 1985); que consiste en un artefacto con una boca de 0,9 m de altura por

2,95 m de anchura, el cual fue equipado internamente con una malla tipo camaronera de 5,5 cm

de apertura equipada de una red interna con malla más fina (2,5 cm) para asegurar la captura de

organismos pequeños.

a b

Figura 5.3. a). Red Beamtrawl (red de arrastre de vara). Modificado de

http://www.fao.org/fishery/geartype. b). Red arrastrable tipo Agassiz. Tomado de Eleftheriou y

Mclntyre, 2005.

a b

Figura 5.4. a) Red de arrastre demersal tipo semi-globo. Tomada y modificada de Gage y Bett

(2005), En: Eleftheriou y Mclntyre, 2005.b) Trineo bentónico. Tomado de Zamorano et al. (2012).


107



Es importante señalar que, además de examinar el comportamiento de las variables mejor asociadas con

la comunidad bentónica, la selección de las variables fisicoquímicas para el desarrollo de un estudio

ambiental, dependerá también del objetivo del mismo, dado que, estas variables serán en últimas

consideradas “variables respuesta”. Entre los principales factores abióticos a tener en cuenta en los

estudios del bentos, específicamente en los fondos blandos se encuentran los siguientes:

• El tamaño de grano del sedimento

La variable ambiental (física) más importante que determina la estructura de una comunidad bentónica

es el tamaño del grano, ya que establece directamente las condiciones espaciales y estructurales e

indirectamente determina el medio físico y químico de los sedimentos (Giere, 2009 y Carrasco, 2004).

Las partículas del sedimento pobremente mezcladas u ordenadas (por ejemplo, arena mezclada con grava

y limo) se convierten en paquetes comprimidos que pueden reducir el volumen de los poros

intersticiales, comparado con las partículas gruesas bien ordenadas. El área superficial externa de las

partículas de sedimento es un importante factor determinante en la vida de las comunidades bentónicas,

desde la epifauna hasta infauna. Este define directamente el área disponible para el establecimiento de

biopelículas (secreciones de moco de las bacterias, hongos, diatomeas, fauna), que, en condiciones

naturales, forman la matriz en la que las partículas de sedimento se incrustan. Por lo tanto, la superficie

de la partícula es un parámetro importante para la vida microscópica animal (Giere, 2009; Gray y Elliott,

2009).

Además del tamaño, la forma del grano también determina la clasificación del sedimento. Es así que, a

mayor angulosidad de las partículas mayor será complejidad estructural del sedimento, menor

permeabilidad al agua, puesto que las partículas anguladas (“astilladas”) se empaquetan mejor que las

esféricas y por lo general este hecho representa una mayor abundancia de organismos zoobentónicos.

También se ha demostrado una correlación directa entre las dimensiones de los poros y el tamaño

corporal de los animales bentónicos, en general, las especies mesobentónicas se mueven entre los granos

de arena, prefiriendo las arenas gruesas; mientras que la endofauna y el epibentos en su mayoría son

encontrados en sedimentos finos a limosos.

La medición del tamaño del grano es el método tradicional para el análisis de tamaño de grano y análisis

de granulometría es una de las técnicas relativamente más sencillas y básicas que pueden ser utilizadas en

la caracterización de los fondos blandos, como lo describen varios autores, entre los que se encuentran:

Gray y Elliott (2009); Eleftheriou y McIntyre (2005); Carrasco (2004).

• La materia orgánica

Las partículas orgánicas muertas de cualquier nivel trófico del ecosistema, así como la entrada de fuentes

externas de materia orgánica, independientemente de su tamaño, se consideran detritus.El contenido de

materia orgánica de los sedimentos puede proporcionar una visión de la cohesión de los sedimentos,

información sobre el potencial valor nutricional para los alimentadores de depósito, y la demanda de

oxígeno dentro de la sedimentación. Generalmente el contenido de materia orgánica se mide como

carbono o nitrógeno orgánico, y para ello se utiliza en forma muy difundida la proporción de C/N

presente en el lugar de estudio (Carrasco, 2004). Entre las técnicas más utilizadas se encuentran: la

oxidación a altas temperaturas, perdida por ignición (LOI por sus siglas en inglés) y la oxidación en

húmedo (Eleftheriou y McIntyre, 2005).

• La temperatura

La temperatura de los sedimentos interviene de manera directa en los procesos fisiológicos de los

organismos bentónicos; es decir, en su propio funcionamiento, como es el caso del metabolismo, la

reproducción, etc. (Cifuentes-Lemus et al., 2005) y puede afectar las tasas de crecimiento de los

108


FONDOS BLANDOS

organismos (Gray y Elliott, 2009). Indirectamente la temperatura también influye sobre otros factores del

medio ambiente, como la salinidad o la concentración de gases disueltos en el agua del mar; entre estos,

el oxígeno que resulta importante para los organismos aeróbicos (Cifuentes-Lemus et al., 2005). Con

fines prácticos en la mayoría de los casos basta con insertar un termómetro estándar (termómetro

Celsius en grados centígrados con columna de mercurio) en el núcleo de la muestra para

inmediatamente obtener el dato de la temperatura “insitu”. Para medir las temperaturas en los

sedimentos sumergidos, se emplean sondas/ termómetros digital montados en sistemas de descenso

(Garay et al., 2003; Eleftheriou y McIntyre, 2005).

• La salinidad

Dentro de las comunidades zoobentónicas existen organismos bajo todos los regímenes de salinidad de

agua dulce a las áreas de salmuera, se filtran desde las costas salobres a fondo en alta mar. Porquemuchas

especies son capaces de adaptarse a una amplia gama de salinidades, incluso a menudo hay diversos

organismos bentónicos en zonas de aguas salobres críticas, donde se ha descrito un número mínimo de

especies, principalmente para la macrofauna. Sin embargo, dependiendode la frecuencia de las

variaciones, los gradientes de salinidad pueden determinar fuertemente la presencia y composición de

especies de en los sedimentos. La influencia de la salinidad en las especies bentónicas también se

encuentra presente en las capacidades competitivas relativas de estas de acuerdo a las diferentes

tolerancias que presenten a la salinidad (Giere, 2009).

• El pH (Acidez / alcalinidad)

La acidez del agua, registrados en unidades de pH, interviene en menor manerasobre los organismos

bentónicos marinos y por su parte la ligera alcalinidad del agua de mar (pH 7,5 a 8,5) hace que sea

tamponada frente a las fluctuaciones de pH (Giere, 2009). Los indicadores de la acidez y el equilibrio

redox (reducción-oxidación) en los sedimentos, pH y potencial redox, respectivamente, están

geoquímicamente interrelacionados. (Garay, et al., 2003; Eleftheriou y McIntyre, 2005; Emerson y Heges,

2008; Giere, 2009).

• Potencial Redox

Los valores del PotencialRedox se incluyen con frecuencia en los parámetros ambientales de los estudios

del bentos de fondos blandos, debido a que permitenaunque sea vagamente, obtener los valores del

suministro de oxígeno en el agua de los intersticios (Giere, 2009). Es pertinente señalar la relación de los

valores redoxcon el color de los sedimentos. En fondos arenosos que son típicamente de color

amarillento, se obtienen valores positivosen todas partes, mientras que en los lodos con rico contenido

orgánico, las capas de gris a negrodebajo de la capa superficial brillante y delgada los valores redox darán

claramente negativos.La zona de transición entre los valores redox positivos y negativos que se

denomina "capa de discontinuidad del potencial redox" (RPD capa).

El oxígeno es el factor predominante entre los parámetros abióticos que determinanlas condiciones del

hábitat y la presencia de la fauna bentónica. Los organismos bentónicos tienen grandes demandas de

oxígeno, y solo algunas formas especializadas prefieren condiciones de hipoxia. Por lo tanto,

ladistribución de la mayoría de comunidades del bentos puede estar correlacionada con el suministro de

oxígenodel agua de los intersticios (Giere, 2009).

• Los nutrientes inorgánicos y contaminantes:

El enriquecimiento de nutrientes y contaminantes por parte de la actividad antropogénica son factores

que actualmente tienen un impacto importante en el bentos en muchas partes del mundo, debido a la

adsorción y enlaces fisicoquímicos. Los nutrientes y los contaminantes en el sedimento se enriquecen en

varios órdenes de magnitud en comparación con la columna de agua. La absorción de nutrientes

inorgánicos y orgánicos, especialmente en sedimentos carbonatados, es muy alta y una vez combinados


109


en el sedimento, estas sustancias se liberan sólo lentamente en la columna de agua. Pueden retardar la

descomposición microbiana en las capas más profundas, ocasionando la deficiencia de oxígeno del fondo

que sumado a la alta absorción, provoca a largo plazo efectos negativos sobre el bentos. Por lo tanto, los

sedimentos a menudo representan sumideros de contaminantes (Giere, 2009).

La medición de nitrógeno y fósforo total son indicadores ypenas son suficientes para evaluar la situación.

La eutrofización y la contaminación han sido relacionadas con los patrones de distribución de parches de

la fauna bentónica. En muchas zonas costeras, la eutrofización de origen terrígeno, el cultivo de peces y

de mejillones puede crear una creciente fuente de aporte de nutrientes, lo que tiene consecuencias para

en bentos, especialmente en los sedimentos costeros. El hombre también puede afectar los ecosistemas

bentónicos con la contaminación de sedimentos por metales pesados, anti incrustantes y pesticidas,

entre otros (Giere. 2009).


5.4.1 Infauna

Es importante tener en cuenta que el uso de los equipos de muestreo debe estar acompañado siempre

por la experticia de los investigadores. Se tienen establecidos algunos parámetros en relación al estado

del equipo y la muestra, que se deben verificar con el fin de aceptar o descartar las muestras

recolectadas, estos se citan a continuación:

• El sistema de cucharas y tapas de los equipos muestreadores debe estar cerrado en su totalidad.

Si se encuentran ligeramente abiertos, durante el ascenso del equipo hacia la embarcación, la

muestra se "lavará" perdiendo parte del sedimento más fino y los organismos asociados.

• La capa de agua sobrenadante que se encuentra por encima de la muestra, debe ser clara. Si se

observa lodosa, indicará que la muestra se inclinó, se volteó o se lavó, y por lo tanto la capa

superficial del sedimento recolectado se encuentra perturbada y no podrá ser usada.

• La muestra recolectada deberá tener al menos 20 cm de grosor, ya que la mayoría de los

organismos habitan entre 5 y 10 cm de profundidad, sin embargo algunos pueden excavar

galerías más profundas.

5.4.2 Macrofauna

5.4.2.1 Recolección de muestras

Un aspecto fundamental para la validez de los resultados en el estudio de esta comunidad, es la unidad

muestreal mínima que se debe recolectar. En cada una de las estaciones objetivo, se debe completar un

área de muestreo entre 0,1 a 0,2 m 2 para estudios cualitativos, cuantitativos y de biomasa (Eleftheriou y

Moore, 2005), lo cual implica que de acuerdo al área de recolección del equipo que se emplee, varíe el

número de submuestras a recolectar. Para el caso de los equipos de uso común como son la draga de

0,04 m 2 se deben recolectar al menos tres (3) submuestras de sedimento (0,12 m 2 ), un corazonador de

15 cm de diámetro y 0,018 m 2 , seis (6) submuestras (0,108 m 2 ) y un box corer de 0,0625 m 2 , dos (2)

submuestras (0,125 m 2 ).

El lance e izado de una draga pequeña (0,01 m 2 ) a mediana (0,05 m 2 ) de peso ligero, se puede realizar

desde una lancha de forma manual, o mediante un malacate ya sea manual o eléctrico instalado en la

embarcación cuando el peso de la draga sea considerable. Para el caso de una draga grande (>0,075 m 2 )

110


FONDOS BLANDOS

o un box corer (>0,05 m 2 ), se requiere una embarcación mayor, y la operación se realizará mediante una

guaya (cable) adujada al winche de la embarcación.

Una vez la draga se encuentre en superficie, se verificará que la recolecta de la muestra haya sido la

adecuada al encontrarse bien cerrada y sin pérdida de material, cumpliendo los parámetros indicados

anteriormente. Cada dragado se recibirá sobre un recipiente resistente de tamaño superior a la boca del

equipo muestreador, con el fin de evitar la pérdida de sedimento durante la recuperación de la muestra.

En campo, se puede realizar un tamizaje preliminar para retener la macrofauna y descartar los

componentes bióticos de menor tamaño y los sedimentos finos, facilitando de esta manera el transporte

de las muestras al reducir su volumen. La muestra se cierne con agua de mar filtrada sobre un tamiz con

luz de malla de 500 µm (Figura 5.6).

Para el uso de nucleadores, el muestreo se realizará mediante el uso de un equipo Scuba. El nucleador

debe penetrar 20 cm en el sustrato ya que a esta profundidad se concentra la mayoría de organismos

pertenecientes a esta comunidad (Eleftheriou y Moore, 2005). Posteriormente, el nucleador se cierra

con el tapón y se extrae la muestra, depositándola inmediatamente en bolsas plásticas. Una vez se tengan

todas las muestras recolectadas de la estación, se dispondrán en un saco de lona, nasa de buceo, etc.,

para subirlas a la embarcación con ayuda de un cabo.

5.4.2.2 Almacenamiento

Cada una de las sub-muestras se almacenará en bolsas debidamente rotuladas, a las cuales se les agregará

una solución narcotizante (70 gr∙L -1 de cloruro de magnesio) para mantener a los organismos relajados

durante su muerte (Baguleyet al., 2006), evitando de esta forma la pérdida de estructuras corporales por

expulsión o auto-laceración. Después de 10 minutos, la muestra se fijará agregando una solución de

formalina al 4 % preparada en agua de mar, neutralizada con tetraborato de sodio (bórax) para obtener

un pH de 7,2 y teñida con rosa de bengala (0,1 gr∙L -1 ). Este colorantese adhiere a los epitelios de los

organismos facilitando su posterior separación en laboratorio (Mason y Yevich, 1967).

5.4.3 Meiofauna

Para este componente, una vez esté el equipo asegurado en la cubierta de la embarcación, se procede a

levantar las tapas de las parte superior de la draga o el box corer. Se empleará un submuestreador

cilíndrico de 5,3 cm de diámetro interno, el cual será introducido desde la parte superficial (Figura 5.5).

Se recolectarán seis submuestras (22,01 cm 2 ) en total, las cuales se repartirán entre el número de

muestras obtenidas por estación (Neira et al., 2001; Nosaizet al., 2005). Tanto el área de superficie como

la profundidad empleada para la toma de las muestras de meiofauna, ha sido utilizada como una medida

óptima en el conteo de la abundancia y densidad de los organismos (Rutledge y Fleeger. 1988; Rowe y

Kennicutt, 2001).

Cada submuestra se depositará en frascos herméticos. El proceso de relajamiento de los organismos y su

posterior fijación se realizará igual a como fue descrito para macrofauna. Se debe tener en cuenta que

para meiofauna, el agua que se emplea para la preparación de las soluciones y posteriormente para la fase

de laboratorio debe ser filtrada a través de un tamiz de 40 µm para retener organismos planctónicos que

puedan contaminar la muestra. Una vez se hayan agregado los reactivos, se agitará el contenido de cada

frasco para homogenizar la muestra, además la agitación incorpora oxígeno y hace reaccionar el

colorante con el tejido de los organismos.


111


a b

c d

Figura 5.5.Extracción de submuestras de meiofauna del sedimento recolectado. a) Box core, b)

Nucleadores para submuestras, c) Cortes de los núcleos para análisis de distribución vertical de la

comunidad; d) Almacenamiento de las muestras para transporte al laboratorio.

5.4.4 Epifauna

Desde 1995 hasta la actualidad, el Instituto de Investigaciones Marinas y Costeras “José Benito Vives de

Andreis” – INVEMAR ha realizado diferentes proyectos de investigación con el fin de caracterizar la

epifauna presente principalmente en fondos blandos entre los 20 y 1.000 m de profundidad del Caribe y

Pacífico colombiano (CIOH-Invemar-Smithsonian, Macrofauna I, II y III, Marcoral, Corpoguajira, ANH I y

ANH II, ANH-JAMAICA y Tumaco Off Shore) donde la toma de las muestras se hizo por medio de una

red tipo semi-globo. El artefacto tiene una relinga superior de 7,70 m y una inferior (cadena) de 9,50 m,

con un ojo de malla en el copo de 30 mm y un ojo de malla en el sobrecopo de paño sin nudos de 10

mm; la red se utiliza con dos compuertas metálicas de 91 cm x 63 cm.

Existe una serie de aspectos que se deben tener en cuenta para que los muestreos de epifauna, en este

tipo de ambientes, sean efectivos. Entre éstos se encuentran:

• Uniformidad del fondo. Antes de ir a campo, se debe escoger de manera preliminar los sitios de

interés con base en cartas batimétricas y modelos digitales de terreno disponible.

Adicionalmente, se debe utilizar varios tipos de ecosondas (multihaz o unihaz) que permitan

explorar y verificar de manera más precisa los sitios a muestrear. De esta manera se puede

determinar qué área del fondo es arrastrable y decidir qué tipos de artefactos se podrían utilizar.

112


FONDOS BLANDOS

• Profundidad del fondo objeto. Este aspecto es fundamental para saber con precisión los

elementos que se necesitan para llegar hasta allí: tipo de embarcación, equipamiento de la misma,

herramientas necesarias para la manipulación de los equipos y tener a disposición el personal

capacitado que se necesite, según sea el caso.

• Escoger las variables a trabajar. Además de trabajar la epifauna hay muchos otros aspectos

bióticos y abióticos que están relacionados y que se deben definir a priori, de esto depende los

equipos necesarios (CTDO, box-corer, dragas), además de las redes apropiadas.

• De acuerdo a la fauna que se espera recolectar, se debe llevar en la embarcación los reactivos

necesarios para la correcta relajación, manipulación y preservación de los organismos, así como

los frascos, rótulos y demás herramientas necesarias para empacar correctamente el material

biológico encontrado.

a b

a. Sistema de malacate manual para el izado de dragas livianas y sistema de winche hidráulico para muestreadores de gran peso.

b. Verificación del cierre óptimo del muestreador y confirmación del lance efectivo

c d

c. Disposición dela muestraen recipientes para su procesamiento inicial. d. Lavado de los materiales involucrados durante toda la

operación para evitar la pérdida sistemática de las muestras.

e f

e. Cernido de las muestras biológicas con tamiz de 500 µm de ojo de malla. f. Almacenamiento de las muestras en bolsas

plásticas, relajamiento, tinción y fijación de los organismos.

Figura 5.6. Extracción del sedimento con diferentes muestreadores y procesamiento inicial de las

muestras tanto en embarcaciones menores (lanchas) como en barcos de investigación para obtener

la macrofauna bentónica.

Tomando como base la experiencia adquirida en los muestreos realizados a lo largo del Caribe y Pacífico

colombiano por parte del INVEMAR donde se ha caracterizado la epifauna de fondos blandos entre los

20-1000 m de profundidad, se han seguido una serie de pasos que pueden garantizar una correcta

recolección de los organismos que componen la epifauna:


113


Recomendaciones para un correcto muestreo:

• Para garantizar un correcto arrastre con una red tipo demersalsemi-globo, se recomienda buscar

fondos planos uniformes con sedimento blando para evitar daños o pérdida de la red. Si se

observa que el fondo es rugoso y/o duro y además irregular, se debe usar otro tipo de arte

(ejemplo una red tipo Agassiz o un trineo bentónico).

• Para garantizar un arrastre efectivo, se debe tener en cuenta la cantidad de guaya o cable donde

va adherida la red que se debe lanzar con respecto a la profundidad del fondo objeto(Figura 5.7).

verAnexo 11.8

• Establecer el personal encargado del registro fotográfico, de la bitácora de campo (Anexo 11.9) y

de la comunicación con el área de la embarcación donde se llevarán a cabo las maniobras

relacionadas con el lanzamiento de la red.

• Alistar y tener en un lugar de fácil acceso, los rótulos de pergamino, lápices, bolsas plásticas y

demás utensilios necesarios; así como los preservantes y canecas o tarros plásticos marcados

con el número de la estación para guardar el material recolectado.

• Es importante no maltratar los organismos cuando se haga el proceso de lavado del material. Se

recomienda no almacenar organismos con sedimento ya que esto va en detrimento de la calidad

de preservación de los organismos y la concentración del alcohol o del fijador utilizado.

• No almacenar demasiados organismos en cada bolsa (proporción 1 individuos por 3 partes de

OH en lo posible). En las bolsas colocar los organismos de tal forma que sus estructuras (brazos,

tentáculos, aletas, etc.) queden lo más extendidas posibles. Cada bolsa que será almacenada en

las canecas de plástico, será perforada, esto con el objetivo de que el preservante ingrese al

interior de la bolsa. Organismos muy pequeños o frágiles (e.g. poliquetos, nudibranquios o

corales) deberán ser colocados en tarros plásticos acorde con su tamaño debidamente rotulados

externa e internamente indicando la estación, fecha y tipo de fijador (alcohol o formol).

• Usar máscara con filtro para vapores orgánicos, gafas de protección, guantes de cirugía de

reserva y agujas hipodérmicas para inyectar los organismos con formol. Los individuos mayores a

10 centímetros serán inyectados con formol en el ano y partes musculares laterales. Fijar en

formol al 10%. En caso de tener un individuo muy grande y único, fotografiar, cortar un pedazo

de 3 x 3 cm para congelar (con las mayores condiciones de asepsia), con su respectivo rótulo y

formolizar el resto del individuo, iniciando con inyecciones y luego sumergiéndolo en el fijador.

• Antes de almacenar los ejemplares se escogerán algunos (por su rareza o por que se presumen

desconocidos) para ser fotografiados y almacenados en el refrigerador debidamente rotulados. A

cada uno de ellos, se separarán en bolsas individuales con agua marina y unas gotas de alcohol al

70% para evitar que se decoloren.

• En la bitácora debe contener la siguiente información: nombre de la campaña, número de la

estación, ubicación (longitud y latitud de la estación a trabajar), hora de lance, contacto de la red

con el fondo y recobre de la misma, profundidad del arrastre, descripción general de la muestra

(abundancia, dominancia del tipo de organismos, presencia de palos, algas, hojas, etc. o cualquier

información que considere relevante).

114


FONDOS BLANDOS

Figura 5.7. Proporción de cable con respecto a la profundidad (alcance), cuando una embarcación

tiene una velocidad constante de 1 nudo para realizar una maniobra de arrastre sobre el fondo

marino. Modificada de Gage y Bett (2005), En: Elefttheriou y Mclntyse, 2005.


5.5.1 Infauna

5.5.1.1 Tamizaje y Separación de organismos

Macrofauna

En el laboratorio, cada sub-muestra se cierne nuevamente a través de un tamiz de 500 µm, con el fin de

retener la macrofauna y descartar los componentes bióticos de menor tamaño y los sedimentos finos

(Eleftheriou y Moore, 2005). Para extraer los organismos, todo el material retenido en el tamiz se


115


extiende en pequeñas porciones sobre bandejas planas con una película fina de agua, y con la ayuda de

pinzas se separaran inicialmente por taxones mayores. Este proceso se realiza por lo menos dos veces,

cada una por un observador diferente con el fin de asegurar la extracción completa de los organismos.

Los organismos de cada sub-muestra y estación se preservan en alcohol al 70 %en frascos debidamente

etiquetados (Figura 5.8).

Meiofauna

La separación de la meiofauna del sedimento se realizará por el método de suspensión –decantación,

propuesto originalmente por Wieser (1960), el cual ha demostrado ser un método eficiente,

documentado por Murell y Fleeger (1989) y por Soltwedel (2000) para la extracción deforaminíferos.

La fase de laboratorio incluye tanto la extracción como el proceso de conteo e identificación dela

meiofauna. El contenido de cada muestra se vierte en un erlenmeyer de 250 ml, al cual se le agrega agua

de mar hasta completar el volumen de 250 ml, posteriormente se colocan en un agitador mecánico a 70

rpm durante 1 hora. Esta agitación mecánica permite disolver los sedimentos y genera tensión superficial

en los organismos. En este proceso de resuspensión de los organismos también se suele emplear algunas

soluciones que ayudan a la flotabilidad, como el “Ludox”, el cual es un polímero coloidal (Somerfieldet al.,

2005). El contenido de cada erlenmeyer se vierte sobre una columna de tamices de 500 y 300 y 63 µm.

El primero de estos retiene fragmentos de madera, sedimentos tipo gránulos y organismos

macroinfaunales, mientras que en el último, los sedimentos tipo cieno-limo fueron lavados.

Se lava la muestra con agua de mar y el contenido del tamiz de 300 µm se vierte en un recipiente

plástico con alcohol al 70%.Este proceso se repite dos veces para cada muestra, en el cual el contenido

de la muestra retenido sobre el tamiz de 63 µm y el sedimento decantado de la muestra, se agita y

tamiza de nuevo.

Los organismos se separan de la solución alcohólica con un tamiz de 60 µm. Para la extracción de los

organismos, el contenido total de la muestra se transfiere a una placa Bogorov para su observación bajo

un estereomicroscopio de luz blanca y 180x, separando con pipetas y pinzas de punta fina los ejemplares

de los diferentes grupos faunísticos. Los grupos se conservan y etiquetan para su posterior identificación.

Para la observación y estudio de los ejemplares, se utiliza un microscopio que permita una óptima

observación de detalles.

a b

Figura 5.8. Procesamiento en laboratorio de las muestras para análisis de la macroinfauna

bentónica. a) Cernido del sedimento en tamiz de 500 µm; b) Separación de organismos en grupos

mayores.

116


FONDOS BLANDOS

a b

c

d

Figura 5.9. Proceso de muestreo en campo para la recolección de epifauna. a) detección de un fondo

arrastrable con la ayuda de una ecosonda SIMRAD ES70. b) preparación de la red demersal tipo

semi-globo para ser lanzada. c) Colecta obtenida de un arrastre exitoso realizado a 300 m de

profundidad. d). separación, relajación y preservación en envases adecuados del material biológico

recolectado.

5.5.1.2 Identificación taxonómica

La identificación de los organismos se debe realizarmínimo hasta el nivel taxonómico de familia, siendo

este nivel apto para la determinación de impactos ambientales, diferentes medidas de la estructura de la

comunidad y de variación espacial en ensamblajes naturales (Heip et al., 1988; Ferraro y Cole, 1992), sin

que exista perdida de información relevante respecto a la identificación a nivel de género o especie

(Warwick, 1988). La identificación a un nivel más bajo, se hace más difícil para este tipo de estudios

ambientales, debido a la escasa información disponible y al tiempo necesario (Clarke y Warwick, 2001);

además existe una considerable redundancia en el análisis multivariado de datos entre estos dos niveles,

ya que igual inferencia de información es obtenida a niveles más altos (Gray et al., 1988).

Se deben emplear claves específicas actualizadas y recientes de acuerdo al grupo taxonómico, los cuales

se confirman con el Registro Mundial de Especies Marinas (WoRMS) y el Sistema Integrado de

Información Taxonómica (ITIS). Los ejemplares que se encuentren en mejor estado y en lo posible con

todas sus estructuras completas, seseleccionanpara formar una colección biológica de referencia, con

fines de verificación y confirmación de los taxones en caso que se requiera.


117


5.5.2 Epifauna

El material biológico recolectado se identifica hasta el nivel más bajo posible, bien sea por literatura

especializada y/o comparación de material de referencia procedente de colecciones biológicas,

generalmente representadas en museos nacionales (Museo de Historia Natural Marina de Colombia) e

internacionales de ser posible. Una vez que el material está identificado, se incluirá la información al

Sistema de Biodiversidad Marina de Colombia (SIBM) bien sea actualizando o incluyendo información

nueva; así mismo, se realizará el proceso de ingreso de material a las colecciones del MHNMC. Tanto el

ingreso de la información al SIBM como a las colecciones del material físico se deben seguir los

estándares establecidos por el curador general del museo.

5.5.2.1 Ingreso material biológico al MHNMC:

Para las personas que están interesadas en ingresar el material biológico producto de proyectos

externos al INVEMAR deberán seguir los protocolos estándares que sigue el MHNMC, incluyendo el

Sistema de Biodiversidad Marina (SIBM). Si el solicitante requiere el depósito de material biológico como

pasos iniciales pueden seguir el siguiente diagrama:


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PRADERA DE FANEROGAMAS Y FAUNA ASOCIADA

PRADERAS DE FANEROGAMAS Y SU

FAUNA ASOCIADA

Luis Mejía, Diana Isabel Gómez y Johanna Vega


125


126



6 PRADERA DE FANEROGAMAS Y FAUNA

ASOCIADA

6.1 INTRODUCCIÓN

Las fanerógamas marinas o pastos marinos están conformados por plantas acuáticas vasculares

angiospermas (plantas con flores) correspondientes a 60 especies agrupadas en 12 géneros y cinco

familias, que se caracterizan por tener hábitats similares al realizar todo su ciclo de vida sumergidos en

agua salina o salobre y poseer adaptaciones morfológicas (construcción lineal expresada en un sistema

radicular de rizomas y raíces subterráneas y foliar compuesta de vástagos y hojas erguidas sobre el

sustrato) y fisiológicas (polinización acuática entre otras) para la vida marina (Short et al., 2001). Revisten

especial importancia ecológica y económica por proporcionar hábitat a diversas comunidades de

organismos, incluyendo invertebrados y vertebrados para muchos de los cuales, las praderas representan

también áreas de crianza (Heck et al., 2003). También se destaca su importante participación en el

reciclaje de nutrientes, aporte de materia orgánica al medio y como fuente de oxígeno y secuestro de

carbono. Se distribuyen a lo largo de las costas tropicales y templadas de todos los continentes,

exceptuando la Antártida y gran parte del Pacífico suramericano (Díaz et al., 2003) protegiéndolas de la

erosión marina, ya que el intricado sistema de estolones y raíces otorga estabilidad a los sedimentos del

fondo, evitando que sean resuspendidos y transportados por la corriente (Díaz et al., 2003). Las

asociaciones de pastos marinos son una de las más productivas y de mayor tasa de crecimiento a nivel

global, incluso llegan a ser comparables con cosechas agrícolas (Waycott et al., 2009).

Solo seis especies pertenecientes a tres familias han sido registradas en aguas del Caribe colombiano:

Thalassia testudinum, Halophila baillonis y Halophila decipiens (Familia Hydrocharitaceae), Halodule wrightii y

Syringodium filiforme (Familia Cymodoceaceae) y Ruppia maritima (Familia Ruppiaceae) (INVEMAR, 2005;

Anexo 11.10) cubriendo un área aproximada de más de cuatro mil hectáreas (Díaz et al., 2003),

distribuidas de manera discontinua por extensiones variables de la zona sublitoral.

En Colombia, los pastos marinos se consideran como uno de los cinco ecosistemas marino-costero

estratégicos, junto con los manglares, los arrecifes de coral, los fondos sedimentarios y los litorales

rocosos (INVEMAR, 2006) y han sido catalogados como ecosistemas globalmente amenazados, ya que

son fuertemente afectados por la actividad humana y cambios ambientales de origen natural como

tormentas y huracanes, dada su distribución restringida en aguas someras cercanas a las costas (Díaz et

al., 2003).

Debido a su ubicación costera, el estado y la estructura de las comunidades biológicas que aloja, son el

resultado de las características particulares del medio, de la dinámica de las condiciones naturales y de la

influencia directa del hombre (Phillips y Durako, 2000). Cabe destacar que más del 60 % de las praderas

del mundo están en declive debido a la incidencia de factores antrópicos como vertimientos,

infraestructura costera, disminución de oxígeno y cambio climático (Waycott et al., 2009).

La importancia de su estudio radica en que al ser ecosistemas altamente sensibles frente a alteraciones

de origen antrópico, pueden ser implementados como indicadores de alteraciones ambientales para la

planificación y ejecución de esfuerzos en pro del desarrollo sostenible (Phillips y Durako, 2000).

Se conocen varios estudios publicados entre 1981 y 2011 correspondientes, en su mayoría, a trabajos de

tesis de pregrado o postgrado para el sector del Caribe colombiano en áreas como el Parque Nacional

Natural Tayrona , en San Andrés y el Parque Nacional Natural Corales del Rosario y San Bernardo; sin

embargo, uno de los más sobresalientes debido a su pertinencia y área abarcada es el trabajo realizado


127


por Díaz et al., (2003) donde se recopilaron las principales características sobre las praderas de pastos

marinos de Colombia y enmarcó varios trabajos de grado (Montoya-Maya, 2002; Castillo-Torres, 2002).

Otro trabajo a destacar con las praderas de pastos marinos fue el realizado entre el 2005 y 2006 en un

macro proyecto denominado “Caracterización biofísica de la zona Costera del departamento de La

Guajira: Una aproximación para su manejo integrado” en convenio entre el INVEMAR y la Corporación

Autónoma de La Guajira CORPOGUAJIRA (INVEMAR-CORPOGUAJIRA, 2006), en cuyo marco se

desarrollaron investigaciones principalmente sobre características estructurales de las praderas de La

Guajira dentro de los cuales se encuentran los trabajos de Garzón-Urbina (2006), Albis-Salas (2007),

Aguirre-Aguirre (2006) y Ortiz del Rio (2007).

Por otra parte desde 1997 se presenta el capítulo “Estado de los pastos marinos en Colombia” en el

Informe del estado de los ambientes y recursos marinos y costeros en Colombia (INVEMAR) y en el

Informe del estado de la biodiversidad (IAvH), donde es posible disponer de información actualizada de

los estudios que se llevaron a cabo en este ecosistema (INVEMAR, 2005 hasta 2011). A partir del 2012,

el informe reflejará los resultados obtenidos de los monitoreos en este ecosistema.

Como ecosistema desempeña distintas funciones ecológicas como la de soportar una comunidad muy

diversa de organismos de fauna y flora que van desde tamaños microscópicos a grandes mamíferos como

los manatíes. Aunque en general se pueden nombrar algunas especies como representativas de estos

ecosistemas (estrellas de mar, erizos, caracoles, rayas torpedo, etc), es bien cierto que cada área y

composición estructural vegetal acoge a una comunidad particular que vive, se alimenta, descansa y se

cría entre el sistema foliar de los pastos de gran envergadura como el de los géneros Thalassia y

Syringodium.

Los estudios sobre este tema en Colombia han sido realizados de manera local, concentrándose

especialmente en el PNN Tayrona (por ej. Aubad, 1981; Franke, 2003) y en las Islas del Rosario

(González et al., 1992). De acuerdo con estudios a nivel internacional se estima que la diversidad

faunística está relacionada con la estructura fenológica de las praderas; trabajos sobre este tema en

Colombia fueron realizados por Rodríguez (1996), Laverde-Castillo, 1992, Puentes y Campos (1992)

dando como resultado una relación específica entre ciertos grupos de organismos con las características

estructurales de la pradera como son la cobertura, distribución de vástagos, densidad y biomasa foliar.

Un listado de la variedad de organismos se puede ver en Díaz et al. (2003).

Para el caso de la flora no vascular asociada, la cual contribuye con la producción primaria del

ecosistema, se han registrado alrededor de 148 especies de macroalgas distribuidas en 27 familias

representantes de las divisiones Rhodophyta, Chlorophyta, Phaeophyta y Cianobacteria (ver Díaz et al.,

2003).


A nivel mundial se han venido desarrollando varios programas con redes globales de monitoreo en el

ecosistema de pastos marinos, los cuales emplean metodologías estandarizadas mediante sus propios

manuales de métodos, con énfasis en el monitoreo de la especie Thalassia testudinum.

Colombia tuvo la experiencia de participar en varias de estas redes proporcionando información de los

pastos marinos principalmente del área de Santa Marta, Islas del Rosario, Islas de San Bernardo y San

Andrés. Dentro de las metodologías más empleados en el país se encuentra el Manual de Métodos de

CARICOMP Caribbean Coastal Marine Productivity (ver CARICOMP, 1994, 2001), el cual estuvo activo

durante 16 años y evaluó la estructura, función y productividad de manglares, pastos marinos y arrecifes

de coral (Linton y Fisher, 2004). El protocolo Natural Geography in Shore Areas (NaGISA) (Rigby et al.,

2007) correspondiente a uno de los programas del Census of Marine Life (CoML), que buscaba

128



inventariar y monitorear a largo plazo la biodiversidad de los litorales rocosos y pastos marinos a nivel

mundial. El manual SeagrassNet (ver Short et al., 2008), cuyos métodos están basados en la recopilación

de Short y Coles (2001) y es empleado en la red de monitoreo que lleva el mismo nombre, cuyo

objetivo es evaluar los cambios en los pastos marinos a nivel global.

El presente manual de métodos está basado principalmente en las metodologías SeagrassNet y

CARICOMP con algunas modificaciones, cuyos métodos permiten obtener la mayor cantidad de

información necesaria que podría ser empleada para estudios de impacto ambiental. Se destaca que estas

metodologías se adaptaron a los estudios científicos en Colombia con el fin de lograr caracterizar las

praderas y la fauna asociada en la que el pasto Thalassia testudinum es la especie dominante. En áreas

donde los parches o rodales en los que alguna de las otras especies de pasto marino sea el más

representativo, se utilizarán métodos únicamente descriptivos (ver metodología Descripción de la

pradera).

Para efectos metodológicos y de definición, se considerará una “pradera grande” al área cubierta con

pastos marinos, con un área igual o mayor a 100 m 2 (Díaz et al, 2003) las áreas menores a 100 m 2 se

denominarán “praderas tipo parche o rodales”.


Tanto las condiciones biológicas como las físicas y químicas, son factores determinantes a la hora de

caracterizar un área de pastos marinos. El equilibrio entre estas variables presentará diversos efectos

sobre las praderas que pueden o no (según el grado de afectación que presenten) ser evidentes tanto en

su composición de fauna y flora asociada como en la estructura vegetal. Los factores fisicoquímicos más

relevantes para ser tomados en una evaluación ambiental de praderas de pastos marinos son resumidos

en la tabla a continuación:

Tabla 6.1. Rangos de Luz, temperatura y salinidad promedio para que las especies de pastos marinos

se encuentren sin stress en su medio ambiente.

Especie de pasto

Luz Incidente

(Morris y

Tomasko, 1993)

(Phillips, 1960*)

Temperatura

(Zieman, 1982)

(Phillips, 1960*)

Salinidad

(Zieman, 1975, 1982)

(Phillips, 1960*)

Thalassia testudinum 15-30% 15-30 ºC 20-40 UPS

Syringodium filiforme 20-30 ºC 24-35 UPS

Halodule wrightii 15-35 ºC 9-52 UPS

Halophila decipiens 6-12% 20-30 ºC 24-35 UPS

Halophila baillonis

Ruppia maritima 6-12%* 13-35 ºC* <20-32 UPS*

• Luz

Como para cualquier otra planta terrestre, la luz es uno de los factores abióticos más necesarios para la

realización de sus procesos fisiológicos propios. Sin embargo, aunque los pastos marinos no tienen una

necesidad de luz incidente mayor a 30% en su gran mayoría, presentan alta eficiencia fotosintética en la

región azul de luz, baja en la verde y amarilla y la máxima en las regiones rojas (entre 700 y 400 nm)

(Chartrand et al., 2012).

• Sustrato


129


Suficiente profundidad del sedimento y estabilidad física es la característica más importante del sustrato

para el crecimiento y desarrollo de los pastos marinos como tal. Para especies como T. testudinum que

se ha registrado en casi todos los tipos de sustrato desde limosos hasta con cascajo coralino, se ha visto

que su desarrollo más exuberante se realiza en suelos de al menos 10 cm de profundidad (Zieman, 1989,

Gómez-López et al., 2006). Mientras que para Syringodium y las restantes especies de Halodule y Halophila

spp. se ha observado que alcanzan su exuberancia colonizando sedimentos de escaso espesor y en

especial de grano fino.

Una característica importante del follaje de los pastos marinos y en especial de los géneros

fundamentales como Thalassia y Syringodium, es que aumenta la proporción de partículas finas en el

sedimento por lo que elevan la tasa de sedimentación, evitando su resuspensión y dándole estabilidad al

sustrato. Por este efecto mecánico, es importante determinar que las condiciones de la pradera ante

eventos antrópicos no superen las tasas naturales de sedimentación ni de granulometría, ya que éstos

podrían quedar sepultados permanentemente.

• Nutrientes

Una de las características de los pastos marinos, consiste en que adquieren la mayor parte del Carbono

inorgánico del CO 2 libre y asimilan el nitrógeno y fosforo de los sedimentos a través de sus raíces,

rizomas y de la columna de agua a través de las hojas. Viviendo en ambientes costeros normalmente

oligotróficos, un aumento significativo de cualquiera de los nutrientes naturales podría producir desde un

incremento en la cantidad de zoonosis que puede adherirse a las hojas de los pastos (moluscos

pequeños, algas epifitas, entre otros) afectando su capacidad fotosintética hasta llevarlas a la muerte,

como también su efecto sobre las comunidades asociadas naturalmente a estos ecosistemas. Este cambio

en la concentración, transformaría la estructura trófica del sistema llevándolo a cambios en su función y

composición ecológica (Fourqurean y Roblee, 1994; Díaz y Gómez-López, 2003).


Para la caracterización de pastos marinos se tendrán en cuenta cuatro aspectos principales a evaluar,

cuyo objetivo se centra en identificar las principales características de la pradera objeto de estudio

(Figura 6.1):

6.4.1 Descripción general de la pradera (Mapeo)

El primer paso a seguir es tratar de identificar el tamaño de la pradera en el área de interés con el fin de

determinar la estrategia más adecuada para el mapeo.

La selección del método de mapeo se realizará de acuerdo al criterio del investigador quien evaluara las

condiciones y la factibilidad de implementación de cada método dependiendo de sus intereses

particulares y las condiciones del medio.

Debido a que en el país ya han existido algunos esfuerzos para la delimitación e identificación de

praderas, es importante que previo a la realización del estudio se realice un acercamiento con la

información geográfica disponible.

130



1 2

3 4

Descripción General

Atributos Comunitarios Fauna Asociada Fisicoquímicos

Aproximación Cartográfica

Geoportales

Mapeo según

criterio del investigador

Método sugerido

Según tamaño

Grande

(> 10 m lineales)

3 Transectos

de 10m

Pequeña

(< 10 m lineales)

10 Cuadrantes

aleatoriamente

Grande

(≥ 30 m lineales)

2 Transectos

30 m

Pequeña

(< 30 m lineales)

2 Transectos

longitud máxima

posible

Temperatura

Salinidad

Sedimentos

Nutrientes

Tasa de sedimentación

Variables a evaluar

Grande o

Baja visibilidad

Grilla

presencia ausencia

Pequeña

(hasta 100 m 2 aprox)

Observación directa

(buceo remolcado o GPS)

Especies

% de cobertura

Altura de hojas

Densidad T.testudinum

Figura 6.1. Esquema abreviado del procedimiento general en el mapeo y caracterización de praderas

de pastos marinos.

El INVEMAR cuenta con servicios que permiten el acceso a la información cartográfica marina en línea,

específicamente para áreas de coberturas de pastos marinos en el siguiente enlace:

http://gis.invemar.org.co/geovisoranh/

Con esta herramienta de fácil acceso y uso, los investigadores podrán tener un conocimiento previo que

facilitara la toma de decisiones en campo. Cabe destacar que debido a las técnicas de mapeo a gran

escala utilizadas en estas bases de datos la precisión en la localización y distribución de las praderas

puede ser estimada en términos generales en un 85% (Díaz et al., 2003); por lo tanto, la información

debe ser tomada con cautela tomando especial importancia la validación en campo.

Debido a que la dinámica de este ecosistema es fluctuante a lo largo del año, se sugiere comparar áreas

de muestreo con estación climática (lluvias, seca o transición), profundidad (somero, medio y profundo)

y especies de pasto marino similares para no sub o sobreestimar los resultados creando falsas

correlaciones con actividades realizadas en el área a evaluar.

6.4.2 Muestreo en praderas pequeñas (áreas menores a 100 m 2 ).

Materiales: Equipo de buceo y/o básico, tabla acrílica, lápiz de carbón, GPS, cámara sumergible y boya.

Procedimiento: Si las condiciones de visibilidad y área lo permiten, la observación puede ser directa

mediante el método de “buceo remolcado” el cual consiste en el desplazamiento de un observador con

equipo básico de buceo que es remolcado por una embarcación. Una vez identificados los límites y

características de los pastos, el observador indicará a los investigadores del bote los puntos de interés

que se registraran mediante el empleo de un GPS (Figura 6.1). Adicionalmente se deben tomar datos de

observaciones generales como composición, profundidad, distancia de la costa y características

particulares del sector como cercanía a ríos, embalses, puertos y demás factores que pudiesen afectar las

características de la zona. Es importante tener en cuenta el datum en el cual se encuentra calibrado el

GPS con el fin de evitar confusiones en la localización exacta de los puntos en futuras oportunidades

(Figura 6.2).


131


Figura 6.2. Formato de campo ilustrando el mapeo y toma de datos en praderas de pastos (basado

en Short et al., 2008).

Otro sistema puede ser el empleo directo del GPS para delinear la pradera mediante el modo Tracking,

el cual consiste en bucear siguiendo el límite de la pradera mientras se lleva atada la boya con el GPS el

cual describirá el recorrido del buzo (Figura 6.3).

Figura 6.3 Mapeo de praderas mediante el uso del GPS

132



6.4.3 Muestreo en praderas grandes o de baja visibilidad:

Materiales: Equipo de buceo, tabla acrílica, lápiz de carbón, GPS, cámara sumergible y soporte para la

cámara.

Procedimiento: Para sectores en donde se dificulte la visibilidad o donde el área sea muy extensa

como para remolcar un buzo o delinear los contornos de las praderas mediante el GPS, es posible

emplear una lancha y realizar una grilla de puntos de avistamiento de presencia ausencia (Figura 6.4)

mediante descensos a pulmón libre o con imágenes de video empleando un soporte para cámara

sumergible (Figura 6.4) el cual nos permitirá observar imágenes del fondo y contribuirá a la realización

del mapeo de la pradera.

a b

Figura 6.4 a) Esquema del mapeo de una pradera realizado a partir de puntos de presencia ausencia

y b) soporte de inmersión para cámara digital.

Para áreas en donde las coberturas superan las posibilidades de mapeo in situ debido a su extensión se

deberá realizar el mapeo con base en información cartográfica existente según metodología previamente

descrita.

6.4.4 Atributos comunitarios

Materiales: banderines, tabla acrílica, lápiz de carbón, brújula, GPS, cámara fotográfica submarina o de

video, bolsas plásticas tipo Ziploc, tarros plásticos, formalina al 10%, nucleador de 20 cm, bolsas de

plástico.

Procedimiento: En el caso de praderas grandes de pastos se debe seleccionar un área representativa y

delimitar al menos tres transeptos de 10 m cada uno, con la ayuda de los banderines (o lo que disponga

para el mismo fin). Se deberán tomar las coordenadas de los puntos más extremos de estos y serán

guardados con el fin de hacerles seguimiento en el futuro. Sobre el transecto se recogerá la información

en 10 puntos los cuales estarán demarcados por cuadrantes de 50 x 50 cm (Figura 6.5). Por cada

cuadrante observado se tomará la información de las especies de pastos que lo conformen, porcentajes

de cobertura, densidades y altura de las hojas (Anexo 11.11 y Anexo 11.12).


133


En praderas tipo parche o rodales en donde el transepto de 10 m se salga de su cobertura debido a su

tamaño, los 10 cuadrantes (mínimos) se lanzaran aleatoriamente el interior del parche.

Cada uno de los transeptos colocados debe ser ubicado paralelo a la línea de costa a la misma

profundidad. Adicionalmente, anotar las características de los GPS empleados para efectos de minimizar

el desvío en metros al momento de una siguiente evaluación.

a b

Figura 6.5. a y b) Toma de datos de atributos comunitarios mediante el empleo de cuadrantes de 50

x 50 cm.

6.4.5 Parámetros a colectar en cada uno de los cuadrantes

• Porcentajes de cobertura

Con el fin de homogenizar los datos y lograr la aplicación de técnicas estadísticas se tendrán en cuenta

categorías de clasificación para la cobertura del sustrato dentro de los 10 cuadrantes (Ej. especie de

pasto, rocas, corales vivos, algas, arenas y esponjas) las cuales deben sumar 100% pudiendo modificarse

según la situación particular del lugar de estudio (Anexo 11.11)

Como método de estandarización en la apreciación de las coberturas es recomendable plastificar y

emplear en campo la escala de cobertura de SeagrassNet (Short et al., 2008) la cual se emplea como guía

para una valoración rápida y confiable de la proporción de los componentes florísticos (Anexo 11.12).

• Densidad

Se aconseja el conteo de vástagos únicamente para praderas de Thalassia testudinum por ser la especie

fundamental de los pastos en el Caribe colombiano. Para esto se deben contar el número de vástagos en

un área de 25 x 25 cm dentro del cuadrante y extrapolar la información a metro cuadrado.

• Altura de las hojas

Para tomar este dato dentro de cada uno de los cuadrantes en praderas de Thalassia y Syringodium, se

deberá escoger un área con la altura promedio representativa del dosel, ignorando el 20% de las hojas

(las más altas y más cortas). Regístrela en la hoja de datos y anote evidencia de pastoreo y la existencia

de flores y frutos si los hay (Anexo 11.11).

134



6.4.6 Fauna asociada

Los organismos asociados a este ecosistema han sido catalogados como un indicador de perturbaciones

antrópicas y naturales, siendo la afección de estos individuos una de las respuestas directas a un cambio

generado en el ecosistema (Virstein, 1987; Zieman y Zieman, 1989), lo que resalta su importancia para

ser tenida en cuenta en la caracterización del ecosistema.

Para la evaluación de la fauna asociada, se sugiere la metodología de censos visuales, la cual requiere de

al menos dos buzos con experiencia en campo e identificación de organismos marinos a nivel de especie.

Materiales: equipo de buceo SCUBA, flexómetros de 30 m, tabla acrílica y lápiz de carbón.

Procedimiento: En el lugar más representativo de la pradera, establecer dos (2) transectos de 30 m x

2 m ubicados en profundidades similares. Cada investigador se desplaza por un lado (1 m 2 ) del transecto

hasta el final de este registrando todos los organismos allí presentes mayores a 5 mm (Díaz et al., 2003).

En las praderas pequeñas inferiores a 30 m de largo, se extienden 2 transectos de la longitud máxima

posible, cuidando de no superponerlos y dejando estipulado con claridad sobre qué área fueron tomadas

las observaciones.

6.4.7 Parámetros físico-químicos

• Temperatura y salinidad

Con el fin de determinar si el área con pastos marinos posee las características mínimas básicas de

temperatura y salinidad que estas plantas requieren, deberán medirse en campo a unos 30 cm sobre la

pradera. Los rangos promedio por especies se especifican en la Tabla 6.1. Estos parámetros pueden ser

tomados mediante un CTDO o en su defecto con termómetro de campo y refractómetro

convenientemente calibrados.

• Sedimentos

Con el fin de evaluar la textura y granulometría del sedimento superficial en las praderas de pastos, se

requiere un nucleador, también llamado corazonador, de PVC de 3” y 20 cm de largo (Figura 6.6), bolsas

plásticas y batería de tamices.

a b

Figura 6.6. Vista general del nucleador para tomar muestras de sedimento. a) corazonador sin la

tapa superior introducido en el sedimento y b) luego de colectar la muestra requerida, se tapa el

corazonador y se procede a sacar el material cuidadosamente.


135


Procedimiento: La evaluación de sedimento superficial requiere que el observador introduzca su mano

descubierta en los primeros centímetros del sustrato y sienta la textura, describiéndola usando las

categorías: Lodo, arena fina, arena, arena gruesa, escombros coralinos, gravas, roca y conchas y otros de

carbonato de calcio. Anotar en el formato de datos.

Las muestras de sedimento se recolectaran con el nucleador así: Coloque el nucleador en la superficie

del sedimento, retire la tapa superior, sosténgalo a una altura constante sobre el sedimento y empújelo

dentro del sustrato 10 cm. Coloque nuevamente la tapa superior, suavemente extráigalo girándolo un

poco hacia un lado teniendo cuidado de no perder el sedimento colectado y proceda a colocarle la tapa

inferior. Posteriormente introduzca el material del nucleador en una bolsa plástica marcada

correspondientemente. En el laboratorio, vacíe el contenido sobre una bolsa de papel y deje secar

totalmente. Proceda a hacer una determinación granulométrica de la muestra antes tomada (Dewis y

Freitas, 1984).

• Nutrientes

Con el fin de determinar la concentración de nitrógeno y fósforo en la columna de agua que se

encuentra en contacto con el punto de muestreo, se requiere la toma de muestras que se guardaran en

frascos de vidrio oscuro y rotulado convenientemente, el cual se conservara en frío mientras su

procesamiento en el laboratorio según protocolos de Garay et al. (2003).

• Tasa de sedimentación

Con el fin de estimar la tasa de sedimentación en la pradera de pastos marinos, se requieren los

siguientes elementos:

Materiales: Un (1) Tubo de PVC de 3” de 30 cm de altura, dos (2) tapas de PVC de 3” para cerrar los

extremos del tubo, cuerda sintética o amarraderas plásticas, varillas metálicas de 50 cm.

Procedimiento: Para determinar la tasa de sedimentación se utilizará el protocolo descrito en Garzón-

Ferreira et al. (2002) con algunas modificaciones. En cada estación se emplearán tres (3) trampas de

sedimento, cada una estará ubicándose verticalmente a unos pocos centímetros del fondo. Las trampas

de sedimento deberán recogerse en áreas en las que se evidencie un aumento frecuente de sedimentos a

los 8 días después de haberse instalado y en las que el fenómeno sea más lento, aproximadamente 2

meses después.


6.5.1 Sedimentos

Materiales: Bandejas planas, balanza, batería de tamices con 6 intervalos de diámetro (2000, 1000, 500,

250, 125, 63 µm), horno.

Procedimiento: Para el análisis granulométrico en seco, se toman 100 g de muestra seca la cual se pasa

a través de la batería de tamices durante 15 minutos. Cada sección será pesada por separado para

establecer su proporción (Wentworth, 1992).

6.5.2 Nutrientes

El análisis de nutrientes (nitritos, nitratos, amonio y fosfatos) se debe realizar siguiendo los estándares

internacionales de monitoreo, los cuales se describen en el Standard Methods (APHA, AWWA y WEF,

2005) y el manual de técnicas analíticas del INVEMAR (Garay et al., 2003) (Tabla 6.2)

136



Tabla 6.2 Parámetros y métodos de análisis de muestras para nutrientes en el monitoreo de aguas y

sedimentos marinos.

Parámetro

Método de análisis

Amonio (N-NH 4)

Nitritos NO 3-

Técnica del azul de indofenol – Espectrofotometría a

640 nm (Garay et al., 2003)

Reducción con cadmio y reacción por sulfanilamida

(Garay et al., 2003).

Nitratos NO 2- Reacción por sulfanilamida (Garay et al., 2003).

Fosfatos (PO 43 -) Método del ácido ascórbico y espectrofotometría a 885

nm (Garay et al., 2003)

Materiales: frascos plásticos y elementos necesarios para la lectura con el espectrofotómetro.

Procedimiento: Los análisis en el laboratorio deberán ser realizados por personal capacitado y

siguiendo los protocolos establecidos por Garay et al., (2003)

6.5.3 Tasa de sedimentación

Materiales: tres (3) envases transparentes de 5 L rotulados, tamiz de ojo de malla de 1 mm, bandeja

plástica honda, frasco lavador, manguera plástica para sifonear, frascos de vidrio (150 ml) rotulados para

secar los sedimentos, horno, balanza digital analítica.

Procedimiento: Para el trabajo de laboratorio para determinar la tasa de sedimentación se empleará

el protocolo descrito en Garzón-Ferreira et al. (2002) con algunas modificaciones. Para cada trampa de

sedimento ubicar el tamiz de 1 mm sobre la bandeja colectora y pasar a través de ella el contenido de la

trampa para retirar elementos extraños como conchas, escamas de peces, cangrejos, entre otros

organismos. Lavar muy bien el interior de la trampa con agua dulce para recuperar todos los sedimentos.

El contenido en la bandeja colectora (agua con sedimentos) se pasa a un frasco de 5 l rotulado y

adicionar agua dulce hasta completar el volumen. Dejar este material en reposo hasta que los sedimentos

se precipiten y el agua sea transparente. Posteriormente, con ayuda de la manguera plástica sacar sólo el

agua del frasco (sifoneo) evitando correr el riesgo de perder los sedimentos a través de ésta. Llenar

nuevamente con agua dulce el frasco hasta completar los 5 l. Una vez más dejar la muestra en reposo

hasta que los sedimentos se precipiten, para luego iniciar el segundo y último sifoneo hasta el mínimo

nivel posible sin que los sedimentos se resuspendan o sean succionados por la manguera. Los sedimentos

se vierten en el frasco de vidrio previamente marcado y pesado. Finalmente cada frasco, que

corresponde a una trampa de sedimento, es secado en un horno a una temperatura de 90 °C por tres

días para obtener el peso final y calcular así la tasa de sedimentación:

Tasa de sedimentación por fracción (mg/cm 2 /día)= W x (1/1000 mg) x (1/ AB) x (1/ND)

W= peso de la fracción en gr

AB= área de la boca de la trampa (22.9 cm2)

ND= número de días


137


6.6 ANÁLISIS DE LA INFORMACIÓN

Los datos obtenidos para las praderas de pastos deberán recopilarse en matrices de densidad (vástagos x

m -2 ) por cuadrante, estación y época de ser el caso. Idealmente se debe realizar un análisis exploratorio

de los datos mediante el empleo de medidas de tendencia central (media, mediana) y variabilidad

(desviación estándar, error estándar). Ilustradas a través de gráficas para observar las diferencias

espaciales en cuanto a coberturas, densidades y altura de vástagos, teniendo en cuenta los valores

obtenidos por estación, área y época climática. Las densidades obtenidas en campo se deberán

estandarizar a metro cuadrado (m 2 ) para hacer posible la comparación de los datos con otros estudios.

Es ideal lograr identificar si existen diferencias para los atributos estructurales medidos, mediante el uso

de estadística paramétrica de ser posible.

En cuanto a la fauna asociada obtenida, es recomendable realizar análisis cuantitativo a través de gráficos

de barras comparando la riqueza de especies entre estaciones y áreas por época climática de ser el caso.

Adicionalmente se pueden calcular índices de diversidad. Al igual que con los atributos estructurales, se

deben identificar si existen o no diferencias mediante el uso de la estadística.


Albis-Salas, M. 2007. Estructura y producción primaria de las praderas de Thalassia testudinum (Banks ex

König) en la Guajira, Caribe colombiano. Trabajo de Grado. Facultad Biología Marina.

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ARRECIFES DE CORAL

ARRECIFES DE CORAL

Raúl Navas Camacho , Juan Carlos Márquez y Fabián Andrés Cortés Pineda


143


144


ARRECIFES DE CORAL

7 ARRECIFES DE CORAL

7.1 INTRODUCCIÓN

Los arrecifes coralinos son de los ecosistemas más complejos y diversos construidos por organismos

vivos (Veron, 2000). Se desarrollan en aguas claras e iluminadas de la zona costera de mares tropicales,

por encima de los 50 metros. Constituyen estructuras rígidas notables y complejas que se elevan desde

el fondo y que modifican considerablemente el paisaje y relieve submarino. Los constructores

primordiales de estas estructuras son los pólipos, organismos cuya colonia conforman los corales, y las

zooxantelas (Symbiodiniumspp.), algas microscópicas que viven en simbiosis con los pólipos (West y

Salm, 2003; Baskett et al., 2009). Esta asociación facilita todo el proceso de levantamiento de estructuras

biogénicas, exportación de O 2 y fijación de CO 2.

El andamiaje arrecifal, sumado a una gran capacidad de reciclaje de nutrientes, resultan en una

productividad alta, lo que a su vez permite el sostenimiento de una exuberante fauna y flora. En ellos

habita el 25% de la biodiversidad en los océanos, más de 4000 mil especies de peces y alrededor de 800

especies de corales escleractíneos (Burke et al. 2012). Adicionalmente, proveen una serie de servicios

ambientales de incalculable valor (Burke et al., 2011), siendo el más importante la protección de la franja

costera, no solo ralentizando la erosión de la línea de costa, sino también protegiéndola de los embates

de fenómenos meteorológicos (e.g., huracanes, tifones, tsunamis, mares de leva etc.). Todo lo anterior

facilita a su vez, la permanencia y establecimiento de otros ecosistemas como el litoral arenoso, los

pastos marinos y los bosques de manglar (Burke et al., 2011), sistemas estrechamente relacionados con

el funcionamiento y mantenimiento de la diversidad en las áreas coralinas.

Gran parte de la importancia de los arrecifes y áreas coralinas, radica en el hecho de que de estos, se

extraen hasta un 40% de los recursos alimenticios de la población mundial, principalmente a las

comunidades costeras de la región circuntropical (Burke et al., 2011). La extracción de recursos alcanza

los 9 millones de toneladas/año entre peces e invertebrados como langostas, pulpos, cangrejos y

caracoles principalmente (Buddemeier et al., 2004). De los arrecifes coralinos se extraen importantes

recursos medicinales y mineros así como material para elaboración de adornos y joyas de gran acogida

en playas y zonas de veraneo (Cadena y Sánchez, 2010; Sánchez y Lasker, 2004). Finalmente, uno de los

renglones económicos más importantes está relacionado con su belleza escénica ya que solo con turismo

y actividades de buceo autónomo, se generan más de US$ 30 millones/año beneficio neto (Burke et al.,

2011).

Sin embargo, la mayoría de las formaciones arrecifales alrededor del mundo se encuentran sujetas a

serias amenazas, en tal magnitud, que se considera posible que las principales especies conformadoras de

arrecifes modernos desaparezca en el mediano plazo (Wilkinson, 2008). La extensa degradación sufrida

por los arrecifes coralinos ha generado la pérdida de un 19% de los corales del mundo y cerca de un 75%

están bajo amenaza como resultado de las perturbaciones de tipo antropogénicas (Wilkinson, 2008;

Burke et al., 2011). Son muchos y muy variados los factores que inciden en el deterioro de los arrecifes

coralinos, primando actualmente, el cambio climático y su influencia en las distintas fuentes de deterioro

global (Díaz et al., 2000; Wilkinson y Souter, 2008; Burke et al., 2011)

Colombia no ha sido ajena a la tendencia de deterioro del Gran Caribe, documentada desde los años

ochenta, en donde se ha observado una reducción en la cobertura de hasta un 80%. En ese entonces la

más notoria reducción se presentó a causa de la pérdida de grandes extensiones de corales acropóridos

afectados por la enfermedad de la Banda Blanca (Díaz et al., 2000). La mortandad del erizo negro

(Diadema antillarum) favoreció a su vez la proliferación de algas en detrimento de los corales. Sin


145


embargo, la principal amenaza para estos ecosistemas, en ese entonces y ahora, son actividades de origen

antrópico o el resultado de las mismas (Tabla 7.1).

Tabla 7.1. Amenazas y tensores que afectan los arrecifes coralinos en todo el mundo y en particular

en las costas Caribe y Pacífica de Colombia. La valoración va de “0” para los factores con más leve

efecto sobre los corales, hasta “5” para los más destructivos (Tomado y actualizado de Diaz et al.,

2000). 5-Amenaza alta generalizada; 4-amenaza alta localizada; 3-amenaza media; 2-amenaza baja

localizada; 1-amenaza baja generalizada y 0-amenaza ausente.

AMENAZAS NATURALES CARIBE PACÍFICO AMENAZAS ANTROPOGÉNICAS CARIBE PACÍFICO

1. Calentamiento global 5 5 1. Incrementos sedimentación terrigena 4 3

2. Eventos Niño / Niña 5 5 2. Deforestación 5 4

3. blanqueamiento coralino 5 4 3. Dragados 2 0

4, Incidencia de enfermedades coralinas 4 2 4. Sobrepesca 4 3

5. Mortalidad erizo Diadema antillarum 3 0 5. Pesca con explosivos 5 3

6. Proliferación de algas 3 0 6. Turismo/actividades nauticas/Buceo 3 2

7. Florecimiento fitoplancton/mareas rojas 0 2 7. Aguas residuales domesticas/industriales 4 2

8. Huracanes 4 0 8. Crecimiento frontera urbana 4 1

9. Tectonismo - Maremotos 0 2 9. Agroquímicos/pesticidas/metales pesados 4 3

10. Mareas bajas extremas 0 4 10. Basuras solidas 3 0

11. Surgencias 1 1 11. Derrame de hidrocarburos 3 3

A pesar de este escenario, Colombia cuenta aún con extensas áreas coralinas, cubriendo un área

aproximada de 2800 Km2 entre áreas continentales y oceánicas (Díaz et al., 2000) y una riqueza

aproximada de 153 especies de corales escleractíneos (Reyes et al., 2010). No obstante, Los estudios en

estos sistemas y organismos en Colombia se ocupan principalmente de su taxonomía, distribución y

cobertura (Prahl, 1983, 1985; Prahl y Erhardt, 1985; Solano, 1987; Cantera et al., 1989; Zea y Duque-

Tobón, 1989; Garzón-Ferreira y Cano, 1991; Acosta, 1992; Navas-Suarez y Moreno-Forero, 1993;

Solano et al., 1993; Garzón-Ferreira y Kielman, 1994; Solano, 1994; Díaz et al., 1995, 1996, 2000;

Garzón-Ferreira et al., 1996; Acosta y Zea, 1997; Pinzón et al., 1998; Garzón-Ferreira y Pinzón, 1999;

Sánchez et al., 1999; Barrios, 2000; Garcés, 2000; Reyes, 2000; Garzón-Ferreira et al., 2001; Gil-Agudelo

y Garzón-Ferreira, 2001; Vargas-Angel et al., 2001; Zapata, 2001; Zapata et al., 2001; Díaz-Pulido y

Garzón-Ferreira, 2002; Rodríguez-Ramírez y Garzón-Ferreira, 2003; Alvarado et al., 2004; Gil-Agudelo

et al., 2004). Algunos estudios además han hecho esfuerzos en identificar y cuantificar las enfermedades y

afectaciones que se han registrado en estas áreas (Gil-Agudelo et al., 2006; Rodríguez-Ramírez et al.,

2006; Rodríguez-Ramírez y Reyes-Nivia, 2008; Rodríguez-Ramírez et al., 2008; Vega-Sequeda et al., 2008;

Garzón-Ferreira y Rodríguez-Ramírez, 2010; Navas-Camacho et al., 2010 a y b; Rodríguez-Ramírez et al.,

2010; Sánchez et al., 2010; Zapata et al., 2010, 2011). Muy pocos estudios han implementado programas

de monitoreo permanentes, como es el caso del Sistema de Monitoreo de Arrecifes de Coral de

Colombia (SIMAC),programa de monitoreo que sigue los protocolos recomendados por CARICOMP

(CaribeanCoastal Marine Productivity) de manera que sus resultados sean comparables y replicables a

otros del Caribe.Este sistema fue implementado desde 1998 y continúa en el presente adicionando y

ampliando su rango (http://www.invemar.org.co/noticias.jsp?id=2746&idcat=107).No obstante,este

programa de monitoreo fue implementado con unos objetivos específicos, que no siempre coinciden con

los objetivos, tiempos, escala, alcances y necesidades en otras instancias.

Se hace necesario entonces desarrollar programas de monitoreoque permitan identificar de manera

temprana posibles afectaciones en estos ecosistemas, con base en protocolos que brinden información

verificable, confiable, replicable y quepermitan comparaciones. Este manual constituye una guía para

implementar programas de monitoreo en áreas coralinas con este fin, como respuesta al desarrollo

146


ARRECIFES DE CORAL

actual en Colombia, que está expandiendo sus fronteras sobre las zonas marinas costeras y costa afuera,

creando la necesidad de obtener este tipo de informaciónque sirva como insumo a las entidades

encargadas de instaurar medidas de protección y conservacióny para mitigar impactos ambientales.

7.2 REVISIÓN DE MÉTODOS

Un programa de monitoreo de áreas coralinas, consiste en una selección de protocolos que en conjunto

proveen información para un manejo efectivo de los arrecifes.

La selección de protocolos a emplear depende en primera instancia, de los objetivos y metas trazados

por el programa y de los recursos disponibles de personal, equipos y dinero. Así por ejemplo, si el

objetivo es crear un sistema de alerta temprana para eventos como el blanqueamiento, el conjunto de

métodos a implementar será diferente de aquel protocolo implementado para monitorear la cobertura y

estado de los corales en cierta área a región. En el primero por ejemplo, la frecuencia del monitoreo y el

área del mismo será mayores. En los dos casos los programas obedecen a necesidades válidas, que

dependen del contexto ambiental del arrecife o área en particular. Para el caso de estudios de monitoreo

sobre posibles impactos ocasionados por desarrollo de infraestructura, el conjunto de metas trazado

para alcanzar este objetivo, sería diferente de aquellos programas en donde el objetivo y las metas

trazadas apuntan a entender el efecto sobre la comunidad arrecifal del aumento en la sedimentación

ocasionada por prácticas agrícolas. No obstante, los métodos a implementar pueden ser muy similares.

En la Tabla 7.2 se presentan algunos ejemplos de programas de monitoreo que varían en los protocolos

implementados de acuerdo al contexto ambiental y de la escala del área a monitorear.

Tabla 7.2. Selección de algunos de los programas globales y regionales más conocidos en monitoreo

de arrecifes coralinos con los protocolos utilizados por cada uno para evaluación de comunidades

bentónicas, condición de salud, abundancia de invertebrados y peces.

PROGRAMA ESCALA PROTOCOLOS USADOS

BENTOS SALUD INVERTEBRADOS PECES

Global Coral Reef Monitoring

Network (GCRMN)

Global Transectos en línea Transectos en

banda y marcaje

de colonias

Reef Check Global Transectos lineales

con punto

intersepto

Atlantic and Gulf Rapid Reef

Assessment (AGRRA)

Transectos en

banda

Regional Transectos en línea Transectos en

línea

Buceo errante

Transectos en

banda

Transectos en

banda

Bandas de 50 m

largo, 5 m alto y

5 m ancho

Censos en banda

Transectos en

banda y censos

en buceo errante

Caribbean Coastal Marine

Productivity Program

Regional

Transectos con

cadena intersepto

transectos en

banda

Transectos en

banda

Censos de buceo

errante

Mesoamerican Barrier Reef

System

Regional

Transecto con

punto intersepto

Transecto con

punto

intersepto

Transectos en

banda

Transectos en

banda y censos

en buceo errante

Reef Condition Monitoring

Program (RECON)

Regional Transecto en línea Transectos en

banda

Transectos en

banda

-


147


En segunda instancia, la selección de los protocolos depende del nivel de exactitud, la escala espacial y

temporal, así como de la experiencia y conocimiento de los investigadores. Dentro de estos protocolos,

las técnicas de mayor efectividad y de mayor uso son: arrastres de manta, buceos errantes, transectos

lineales (línea intercepto, punto intercepto, banda y cadena), cuadrantes (estimación visual, grilla y

fotocuadrantes) y videos (que pueden ser errantes o siguiendo un transecto) (Rogers et al., 1994 y Hill y

Wilkinson, 2004; Tabla 7.3). Para una escala macro pueden usarse el método de arrastres de manta, las

observaciones generales o el buceo errante (que puede hacerse usando video). Para una escala media o

meso, son útiles los transectos en línea, las bandas, el punto intercepto, la cadena y los videos. De estos,

el uso de la cadena requiere del mayor entrenamiento y experiencia. Finalmente los cuadrantes visuales,

fotocuadrantes y el marcaje proveen la información más detallada y precisa pero requieren, en el caso de

fotocuadrantes y videos, programas específicos para el análisis de imágenes y procesamiento de la

información colectada (Rogers et al., 1994; Hill y Wilkinson, 2004).

Tabla 7.3. Protocolos más utilizados en todo el mundo, en el monitoreo y evaluación de cobertura

de fondos arrecifales y salud coralina

Protocolo y escala Cobertura de fondos Salud coralina Nivel preparación

Escala Macro

Selección/delimitación de áreas estudio, cobertura general en poco tiempo

Manta tow

Coberturas generales de grandes

áreas en poco tiempo. Limitado por

profundidad

Datos presencia ausencia de

blanqueamiento o enfermedades

No requiere mucho

entrenamiento

Observaciones generales

Escala Meso

datos de cambio en tiempo. Mucha

informaciòn en poco tiempo

Datos presencia ausencia de

blanqueamiento o enfermedades

bajo costo poco entrenamiento

Areas mas pequeñas, mas entrenamiento y precisión de los datos obtenidos

Transecto lineal (punto-línea

intercepto

Información mas precisa, rápido y

fácil

Datos con gran detalle para

blanqueamiento y enfermedades

Se requiere de mayor

preparación del grupo de

trabajo

Trasecto en banda

Cadena

Video transecto

Escala Micro

Cuadrante visual

Foto cuadrantes

permanentes

Marcaje de colonias

Precisión media en la información

obtenida

Exactitud baja a alta. Datos precisos.

Mas tiempo de fondo

Alta precisión pero datalle medio.

Datos permanentes.

Información detallada de

extensión de alteraciónes

Alta o baja preparación de

acuerdo al nivel de exactidud

deseado

Información detallada pero dificil Alto nivel de preparación y

de hacer

experiencia en el grupo

Poco entrenamiento para

Similar a cobertura

toma de datos pero alto en

análisis. Costoso.

Útil para información detallada de escala fina. Mas tiempo y mayor costo

Alta precisión y detalle. Muy útil para

reclutamiento. Tiempo medio de

fondo

Alta precisión y detalle. Datos

permanentes.

Detalle muy precisos, especies e

incremento de deterioro.

Similar a cobertura

Datos muy especìficos e

información muy precisa de

especies y agentes de deterioro.

Nivel alto de entrenamiento

Alto entrenamiento para

colecta y analisis de datos.

Equipos costosos.

Incrementa tiempos de fondo.

No costoso. Nivel medio de

entrenamiento.


La mayoría de las especies de coral pueden sobrevivir solamente en rangos muy estrechos de

parámetros como luz, salinidad y turbidez (Rogers et al., 1994; Hill y Wilkinson, 2004), por este motivo,

las propiedades físicas y químicas del agua cercana a los arrecifes deben ser medidas con la mayor

frecuencia posible. Parámetros como la temperatura, salinidad, transparencia del agua y oxígeno disuelto

deben tenerse en cuenta. Es preferible que las mediciones de estas variables se hagan en campo

148


ARRECIFES DE CORAL

directamente mediante el uso de dispositivos multipropósito de toma de parámetros. Lo ideal sin

embargo, es el uso equipos registradores de datos (“data loggers”), que pueden ser instalados a distintas

profundidades y que toman datos constantemente a una resolución temporal adecuada. También, y

dependiendo del contexto ambiental, se monitorean habitualmente parámetros como la concentración

de nutrientes, pigmentos fotosintéticos y sustancias tóxicas, así también como la tasa de sedimentación

(Tabla 7.4).

Si es posible y nuevamente, dependiendo del contexto y de las necesidades del estudio, hacer un

monitoreo socioeconómico que incluya aspectos de la actividad pesquera, aporta generalmente

información que facilita la detección de correlaciones entre la actividad antrópica y la dinámica arrecifal.

Tabla 7.4. Parámetros fisicoquímicos de importancia a ser tenidos en cuenta en un monitoreo o

estudio sobre arrecifes coralinos

Parámetro Importancia del parámetro Valores referencia

Quizá el parámetro mas importante para la sobrevivencia de

los corales. Su incremento, principalmente, como tambièn

Temperatura

descensos abruptos son los generadores de eventos como el 25-28 o C

blanqueamiento que tanto daño causa a los arrecifes. Ante (Rogers et al., 1994; Hill y

eventos Niño/ Niña y mas aún en el marco del cambio

Wilkinson, 2004)

climático los datos de temperatura poseen una alta

relevancia.

Salinidad

Transparencia

Sedimentación

Nutrientes

Oxígeno disuelto

Segundo factor de importancia para los corales que son

afectados por incrementos en caudales de los rios o de

precipitación de aguas dulces producto de las alteraciones

ambientales por el cambio climático.

Un descenso en la trasmisión de la luz al interior del arrecife

afecta la capacidad fotosintetizadora de las algas asociadas al

coral y de vida libre, alterando el crecimiento de corales y

otros organismos.

El aumento en la cantidad de sólidos suspendidos en el agua

producto de escorrentía de aguas dulces arrastrando material

terrígeno, reduce la luz necesaria para fotosíntesis, agota

oxígeno disuelto y sofoca organismos sésiles.

Su aumento puede ocasionar cambios en la abundancia

relativa de organismos como macroalgas o bacterias que

ponen en riesgo y alteran la cobertura coralina.

Impresindible para la vida animal, su disminución puede indicar

altas concentraciones bacterianas y detrimento en las

condiciones ambientales del arrecife y el mar en general

33 - 36

(Rogers et al., 1994; Hill y

Wilkinson, 2004)

lo mas transparente

posible.

(Cintron et al. , 1994)

50 g/m/día

(Cintron et al. , 1994)

1,0 µmol/lit N2 inorganico

0,1 µmol/lit P

(Cintron et al., 1994)

pH

En entredicho ante el advenimiento del cambio climático,

variaciones en este factor puede ocasionar la reducción de

capacidad coralina de sintetizar el carbonato de calcio, el

secuestro del CO2 marino y por ende su exportación a la

atmosfera y una baja tasa de crecimiento colonial

7,5 - 8,4

(Rogers et al., 1994)


149



7.4.1 Levantamiento de la línea base ambiental del áreay estado de salud arrecifal

7.4.1.1 Levantamiento cartográfico preliminar

El primer paso en una caracterización de áreas o arrecifes coralinos es la identificación de su localización

geográfica y su cobertura potencial. Un primer acercamiento a esto es a través de Sistemas de

Información Geográfica (SIG). Así, si se cuenta con imágenes de satélite o fotografías aéreas se puede

determinar la localización y extensión potencial de áreas coralinas en la zona a ser intervenida. Los

mapas generados de esta forma servirán como insumo para la exploración en campo facilitando dos

tareas principales. La primera, la verificación de la naturaleza del fondo y de la cobertura del mismo; y la

segunda, la selección de las estaciones a ser caracterizadas y/o monitoreadas. En cada estación se

determinará la estructura de la comunidad coralina siguiendo los protocolos descritos en la siguiente

sección.

De no contar con las imágenes o fotografías del área, el levantamiento cartográfico deberá realizarse

directamente en campo. Para esto, se usan comúnmente métodos que posibilitan la recolección de una

gran cantidad de información de forma expedita y sobre un área amplia como por ejemplo el arrastre de

manta. Este debe hacerse de manera sistemática y cubriendo todo el área en donde, por la condiciones

ambientales, se sospeche de la presencia de áreas o arrecifes coralinos.

7.4.1.2 Establecimiento de estaciones de monitoreo y caracterización inicial del estado de los

arrecifes

Parámetros bióticos

La primera tarea de esta meta es ubicar dentro del arrecife, un área representativa de la formación

coralina (lo que se determina subjetivamente y por lo tanto debe hacerse por el investigador más

experimentado dentro del grupo de investigación). Una vez establecida esta área se procederá a instalar

la estación de monitoreo, lo que requiere un grupo de por lo menos 5 investigadores a lo que se les

asignarán tareas de la siguiente manera:

a) Un primer investigador permanecerá a media agua, a unos 5 o 6 metros sobre el fondo (o la

profundidad que permita una un amplio campo de visión sobre el área coralina o arrecife dependiendo

de la turbidez del agua). Desde esta perpectiva, estimará un área de 20 x 20 metros sobre la cual

estimará a su vez, la cobertura promedio de los componentes principales de fondo (e.g. corales, algas,

pastos, esponjas, gorgonáceos, sustrato inerte, escombros). Los componentes tenidos en cuenta, la

forma de enlistarlos según grupos estructurales, formas de crecimiento, etc. pueden ser consultados en

CARICOMP, (2001) y Garzón-Ferreira et al. (2002). Las colonias coralinas deben ser identificadas a

especie. Si el investigador posee la capacidad para identificar al mismo nivel esponjas, gorgonáceos y algas

será un valor agregado importante. Al terminar, el investigador registrará, en la misma área, cada

enfermedad coralina y blanqueamiento presentes, identificando a especie las colonias afectadas. De

encontrarse alguna enfermedad afectando alguna colonia de gran tamaño de una de las especies de

principal importancia en la conformación de los arrecifes de la región, se marcará y se medirán tanto la

colonia como la lesión y se hará un registro fotográfico para poder seguir su evolución en el tiempo (la

fotografía debe tomarse perpendicular al eje horizontal de crecimiento). Para dicha medición se

procederá tomando las dos o tres principales distancias, elaborando un dibujo explicativo con el fin de

replicarlo de la forma más exacta posible. Para la toma del registro fotográfico se colocarán puntillas

sobre el borde de la lesión o blanqueamiento como ayuda en las mediciones y como evidencia del avance

del tensor.

150


ARRECIFES DE CORAL

b) Tres investigadores instalarán 3 transectos lineales con los que se determinará la estructura del

arrecife. Los transectos deberán estar a la misma profundidad y se dispondrán de acuerdo a como lo

permita la conformación misma del fondo coralino, pudiendo tener forma de estrella, en paralelo o en

fila si se trata de una vertiente.Los transectos estarán sujetos en sus extremos a estacas de acero

inoxidable preferiblemente. Estas se enterrarán usando un mazo sobre sustrato inerte (roca) o en

segmentos muertos de colonias coralinas, cuidando de no generar daño en la colonia hospedera. Cuando

la estaca esté anclada firmemente al sustrato, se extenderán10 metros de un flexómetro. Al final de los

diez metros se buscará el sitio de anclaje de la segunda estaca (¡Error! No se encuentra el origen de

la referencia.). Es importante que los transectos no se traslapen o queden establecidos a menos de

tres metros de distancia unos de otros a lo largo de su extensión.Se marcarán los distintos transectos

utilizando una cuerda con cierta cantidad de nudos de acuerdo al transecto. De esta forma el transecto

uno (T1) tendrá en cada una de sus dos estacas, una cuerda con un nudo; el transecto dos (T2), cuerdas

con dos nudos y el transecto tres (T3), cuerdas con tres nudos, etc.

a b

Figura 7.1. Imágenes de implementación de transectos de monitoreo sobre arrecife coralino. Puesta

de la primera estaca (izquierda). Tensado del flexómetro para determinar los 10 metros y colocar la

segunda estaca (derecha).

Antes de iniciar con el muestreo sobre los transectos, se elaborará un mapa en donde se indiquen

características particulares de la zona que sean fácilmente distinguibles y que permitan la reubicación de

las estacas en muestreos posteriores. Los transectos se dibujan con el azimut que tienen en campo, su

extensión, su número y la profundidad de las estacas. Finalmente se coloca una línea indicando la

dirección en que se realizó la primera lectura. Cada lectura que se haga seguida a la inicial, deberá

realizarse en la misma dirección siempre, garantizando así la replicabilidad.

Para realizar la primera lectura se tenderá el flexómetro entre estaca y estaca. Para evitar problemas de

sobre tensión o encorvamiento del flexómetro por efecto de corrientes, puede unirse con cinta a un

cabo más rígido. Una vez se halle extendida y lo suficientemente tensa, se procederá a realizar la lectura

de los componentes de fondo, asegurándose que el cero coincida con la estaca.Para ello el investigador

debe desplazarse lentamente sin tocar el cabo, ubicándose justamente encima del mismo, lo más

perpendicular respecto al fondo, evitando así errores de lectura. Se determinará la categoría y/o la

especie de organismo debajo de los puntos distribuidos cada diez (10) centímetros a lo largo del

transecto (Figura 7.2).Las colonias de coral se deberán identificar a nivel de especie, con los grupos

restantes la identificación a este nivel es opcional y se puede trabajar a nivel de grupo o forma de

crecimiento (CARICOMP, 2001; Garzón-Ferreira et al., 2002).

Al terminar el transecto de punto intercepto, el investigador delimitará un transecto de banda de 10 x 2

metros teniendo como eje central el flexómetro utilizado en el paso anterior. Haciendo uso de un tubo


151


pvc de 1 metro de longitud y teniendo como eje central la cinta métrica, el investigador hará un

recorrido sobre uno de los costados y luego, en el sentido contrario, sobre el otro costado. Se contarán

pulpos, langostas, cangrejas, caracol pala, erizos, especialmente Diadema antillarum, que serán buscados

activamente bajo colonias y entre cavidades y cavernas. Los organismos observados serán identificando a

nivel de especie (Figura 7.2).

Figura 7.2. Investigador estimando la cobertura de las diferentes categorías y especies de coral

presentes bajo el transecto usando el método del punto intercepto (izquierda).Investigador

registrando invertebrados móviles en una banda de 10 x 2 metros ayudado por el cabo guía y un

tubo de pvc de 1 m longitud (derecha).

.

c) Finalmente, el quinto investigador realizará un censo para estimar la riqueza de peces. La

metodología recomendada en estos casos es la del buceo errante. En esta, el investigador nadará

libremente por el área durante 30 minutos anotando las especies de peces observadas. Se buscará

activamente en todos los posibles hábitats disponibles en el área (e.g., grietas, esponjas, arena, algas,

orificios en roca y coral). Al finalizar se estimará la abundancia relativa por familias y grupos funcionales

(i.e., ) asignándolas a algunas de las siguientes categorías: A= 1 individuo; B= 2–10 individuos; C= 11–100

individuos; D= > 100 individuos.Este procedimiento se repetirá en cada una de las estaciones

seleccionadas para la caracterización de las áreas arrecifales.

Variables abióticas

La descripción de la metodología para la toma y el procesamiento de muestras destinadas a determinar la

calidad del agua y los sedimentos en las zonas arrecifales, puede replicarse los protocolos descritos en el

“Manual de técnicas analíticas para la determinación de parámetros fisicoquímicos y contaminantes

marinos (INVEMAR, 2003). En esta sección entonces se describirán los métodos para determinar

algunos parámetros que se estiman específicamente para el efecto de caracterizar las aguas alrededor de

ecosistemas coralinos.

Temperatura del agua en el fondo: La temperatura del agua de fondo debe medirse

preferiblemente, mediante el uso de registradores automáticos de temperatura. Estos dispositivos

permiten tomar mediciones de temperatura frecuentemente y por largos periodos de tiempo lo que

permite una acercamiento real a la dinámica de la temperatura en los arrecifes (por más detalles ver

Garzón-Ferreira et al., 2002). La temperatura del agua se usa como indicador de posibles eventos de

blanqueamiento coralino, la cual toma relevancia en el contexto actual de calentamiento global. Aguas

con temperaturas por encima del umbral de tolerancia coralina durante largos periodos de tiempo (cada

152


ARRECIFES DE CORAL

vez más frecuentes), conducen, generalmente, a la expulsión de las zooxantelas dentro del tejido

coralino. Puesto que estas algas son las que dan el color al tejido coral, se expone el exoesqueleto de

carbonato de calcio de tonalidades claras. Corales con blanqueamiento durante periodos prolongados

pueden morir. Concomitantemente, se presenta una reducción en las tasas calcificación y por lo tanto

de la acreción del andamiaje arrecifal.

Transparencia: Este parámetro es un acercamiento a la penetración de luz. Puesto que los corales

derivan gran parte de su sustento de las algas simbióticas en sus tejidos, la cantidad de luz que alcanza el

fondo determina en parte su productividad.La medición de la tranparencia serealiza con un disco Secchi.

Este se baja hasta la profundidad donde deje de ser visible desde la superficie. La cuerda a la que estará

atado debe estar marcada al menos cada metro. Las mediciones con disco Secchi deben hacerse dos

horas antes o después de mediodía (Hill y Wilkinson 2004). Puesto que en ocasiones la profundidad

impide la medición con disco Sechhi de manera vertical, esta se puede hacer tomar horizontalmente (por

más detalles ver Garzón-Ferreira et al., 2002)

Tasas de sedimentación: El material particulado y suspendido en el agua, además de disminuir la

cantidad de luz disponible en el fondo, eventualmente, por lo menos una fracción importante del mismo,

se asienta sobre el fondo. Altas tasas de sedimentación, que comúnmente se derivan de la tala de

bosques sobre la rivera de los ríos, pueden ahogar a los pólipos coralinos y ocasionar su muerte. Para

estimar la tasa de sedimentación en áreas arrecifales se recomiendainstalar trampas cilíndricas atadas a

varillas de hierro a unos 50 cm sobre el fondo, con una relación de altura/diámetro de por lo menos 3:1

para evitar la resuspensión de los sedimentos depositados en la misma. Luego se recogerán y el peso de

sedimento se determinará por gravimetría de peso seco constante.

Salinidad, pH y oxígeno disuelto: Son parámetros oceanográficos básicos de importancia en la

calidad ambiental y vitales para la sobrevivencia de los corales y su fauna asociada. Estos parámetros

pueden ser medidos mediante sondas electrónicas cada vez que se realice un muestreo de las variables

biológicas en cada una de las estaciones determinadas para esto.


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ARRECIFES DE CORAL


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LITORAL ROCOSO

Andrés Merchán-Cepeda, Angelica Batista-Morales y Luis Alonso Gomez-Lemus.

158


LITORAL ROCOSO


159


8 LITORAL ROCOSO

8.1 INTRODUCCIÓN

Las costas rocosas son muy variadas en su litología, estructura y su forma. En parte, esta variación es

debida a la constante acción mecánica y química de factores climáticos, oceanográficos, sísmicos y

bióticos (i.e. bioerosionadores / bioconstructores), lo cual se evidencia en las diferentes formas que

adoptan acorde a su intensidad e intermitencia (Díaz-Sánchez y Batista-Morales, 2011). Aun así, los

diferentes ambientes costeros comparten cuatro importantes factores: el primero es la interacción de

fuerzas físicas como oleaje, mareas, clima y geología local costera. El segundo factor es la

interdependencia de los organismos para alimentarse, habitar y dar soporte a la comunidad. Como

tercer factor tenemos la amplia escala de interacciones entre todos los ambientes marinos y costeros

(Little et al., 2009). Y por último, la existencia de un patrón de zonación vertical universal descrito

originalmente por Stephenson y Stephenson (1949). De acuerdo con las similitudes taxonómicas de los

grupos dominantes junto con las adaptaciones fisiológicas de las especies residentes, la mayoría de

estudios coinciden al dividir la franja rocosa intermareal en “zonas de biodiversidad”, a lo largo de un

gradiente vertical que generalmente es la profundidad (Ellis, 2003). Aunque existen variaciones a escala

local y regional, estas zonas son comúnmente agrupadas en supralitoral, mesolitoral e infralitoral (Little y

Kitching, 1996; Díaz-Pulido, 1997; Osorno, 2008).

1. El supralitoral recibe humedad por aspersión del oleaje, limita en su parte superior con la aparición de

vegetación terrestre y en la inferior con el límite de más alta marea (Steer et al., 1997). En esta zona se

presenta un sustrato dominado por algas verdes, líquenes, gasterópodos del género Littorina, lapas de las

familias Fisurellidae, Acmaeidae y Siphonariidae, percebes del género Chthamalus y cangrejos de la familia

Grapsidae (López-Victoria et al., 2004).

2. El mesolitoral es la zona entre el límite de alta y baja marea, donde las comunidades que lo habitan se

encuentran adaptadas a intermitencias en la exposición a salinidad, desecación y radiación (Glynn, 1972);

su amplitud en Colombia varia significativamente por la diferencia de los rangos intermareales entre el

Pacífico (5 metros) y el Caribe (0,50 metros) (IDEAM, 2000). En esta zona se presentan algas frondosas,

algas incrustantes (i.e. Lithothamnion), bivalvos (i.e. Mytilidae, Isognomonidae y Ostracidae), cangrejos (i.e.

Xanthidae y Grapsidae), anemonas y esponjas. Algunos peces (ej. gobios, morenas y chernas) y

nudibranquios se pueden presentar en los charcos intermareales (López-Victoria et al., 2004).

3. El infralitoral comprende el límite desde la baja marea hacia zonas permanentemente sumergidas, el

límite inferior se considera generalmente como el punto donde inicia otra unidad de paisaje como

arrecifes coralinos, fondos blandos, jardínes de octocorales o según Guillot y Márquez (1978) como el

punto dónde las condiciones son aún compatibles con la vida de las fanerógamas marinas. En esta franja

se asocian comúnmente algas rojas y pardas, erizos lápiz o negro, esponjas, gasterópodos, bivalvos y

peces arrecifales (López-Victoria et al., 2004).

Dicha composición biológica junto con las características del sustrato, topografía, disponibilidad de

refugio y alimento para peces en diferentes estados de crecimiento (ej. gobios, morenas, chernas), así

como algunas aves adaptadas a la vida en ambientes rocosos, generan frecuentes interacciones con otros

ecosistemas (ej. pelágicos, arrecifales y terrestres). Las adaptaciones fisiológicas y morfológicas de los

organismos para vivir bajo periodos prolongados de desecación, cambios fuertes de salinidadtemperatura

y soportar una alta energía del oleaje o de corrientes intensas; propician comunidades con

alta productividad primaria regulada por factores como competencia, depredación y reclutamiento (Díaz-

Pulido, 1997; Conway-Cranos et al., 2006).

160


LITORAL ROCOSO

De acuerdo con lo anterior, el ecosistema litoral rocoso se puede definir como: El conjunto de

ambientes presentes en la transición entre el océano y la tierra que se desarrollan sobre sustratos

rocosos de litología y geomorfología variable; donde diversas comunidades biológicas exhiben patrones

de zonación acorde a los grados de exposición a condiciones oceanográficas, climáticas y la interacción

entre los organismos (adaptado de Stephenson y Stephenson, 1949; Rigby et al., 2007; Batista-Morales y

Díaz-Sánchez, 2010) (Figura 8.1).

a b c

Figura 8.1 a,b y c Litorales rocosos costeros en el Caribe colombiano.

Se estima que en Colombia existen aproximadamente 1.100 km de costas rocosas de diferente litología y

geomorfología, dispuestos en una línea discontinua en el continente y sistemas insulares, interrumpida

por playas arenosas, lagunas costeras, costas pantanosas y sistemas deltaicos o estuarinos. Las costas

rocosas están presentes en todas las ecorregiones biogeográficas costeras del país, con mayor

representación en La Guajira, Tayrona, Archipiélagos Coralinos, Darién, Baudo y Pacífico norte (Batista-

Morales y Díaz-Sánchez, 2010).

El tipo de roca condiciona la diversidad y grado de desarrollo de la comunidad presente en el

ecosistema. En cuando a la dureza o litología, se han establecido dos grupos de comunidades bióticas de

litoral rocoso, el primero corresponde a la comunidad establecida sobre rocas blandas o no cohesivas,

las cuales están en constante remoción por erosión. Sobre las rocas cohesivas es donde las comunidades

bióticas alcanzan estados avanzados de sucesión, formando el segundo grupo. Estas rocas cohesivas

pueden ser metamórficas, ígneas y/o sedimentarias de tipo bioclástico o calcáreo (Posada-Posada y

Henao-Pineda, 2007).

Las rocas cohesivas pueden presentar distintos rasgos geomorfológicos. Se habla de acantilados cuando

corresponde a escarpes con una fuerte pendiente, de altura superior a un metro. Las terrazas

corresponden a superficies planas de roca coralina expuestas por retroceso de la línea costera. Las

playas rocosas, corresponden a zonas del litoral con poca pendiente, algunas compuestas principalmente

por cantos rodados (rocas con diámetro inferior a 10 cm y superiores a 30 mm) y gravas (rocas cuyo

diámetro varía entre 30,0 y 2,0 mm), y otras por rocas de mayor tamaño (si tienen un diámetro mayor a

10 cm) con bloques que se han acumulado por erosión de los acantilados y laderas (McLachlam y Hesp,

1984; López-Victoria et al., 2004).

El ecosistema de litoral rocoso, a pesar de ser considerado un ecosistema marino estratégico (IDEA-UN,

1994; Márquez y Acosta, 1995), ha sido pobremente estudiado en el país. Según la revisión realizada por

Batista-Morales (2009), un poco más de 140 publicaciones entre documentos técnicos y científicos se

han producido al respecto desde 1949; el 50% de estos en la última década. Se señala además, que las

investigaciones son realizadas para sitios puntuales, principalmente en las ecorregiones Tayrona en el

Caribe y Buenaventura en el Pacífico. La temática usualmente abordada suele ser la taxonomía y los


161


inventarios de biodiversidad, como la composición de equinodermos para el Pacífico (Neira y Cantera,

2005) o el Caribe (Monroy y Solano, 2005), y en algunos incluso se ha concluido su alta diversidad

reportando índices de Shannon entre 3,48-3,63 bit/ind para la Bahía de Buenaventura. Le siguen los

estudios de análisis ecológico o funcional, en los cuales se ha profundizado en la bioerosión ejercida por

algunos gasterópodos sobre el litoral o sobre aspectos ecológicos de la ictiofauna asociada. En menor

proporción, se registran investigaciones relacionadas con los usos e impactos del litoral rocoso; se

destaca el análisis del uso y explotación comercial del burgao (Osorno y Díaz, 2006; Osorno et al., 2009)

o el impacto de derrames de hidrocarburos sobre la fauna asociada.

Debido a que hacen parte del límite terrestre con el mar, su composición rocosa y en algunos casos de

fácil acceso, los litorales rocosos están sometidos a una gran variedad de impactos. En primera medida,

se encuentran los derivados de la construcción de obras civiles costeras como puertos industriales, de

comercio, pesqueros o muelles. En segunda medida, está la explotación comercial o de subsistencia de

sus recursos bióticos y mineros. Otro caso, es el efecto negativo sobre el desarrollo de los organismos

que ahí habitan producto de la contaminación por descargue de aguas servidas industriales, domésticas o

producto de derrames de sustancias de interés comercial como aceites o hidrocarburos. En menor

medida se encuentra el uso turístico y finalmente, se está la afectación por factores climáticos.


Para evaluar la dinámica espacial y temporal de la comunidad sésil y móvil en el litoral rocoso, la unidad

de muestreo no está definida por el instrumento de recolecta, como sucede con dragas, corazonadores,

botellas entre otros, por lo cual, el investigador ha tenido que definir un área o una medida de muestreo.

Entre los métodos empleados a nivel mundial se encuentran:

El transecto líneal: Está técnica se basa en un recorrido líneal y aleatorio del área de estudio, en el cual se

anotan cada uno de los individuos observados. Como ventaja permite recorrer áreas abiertas e

incrementar la observación de especies. Este muestreo permite establecer la presencia o ausencia de los

organismos y finaliza cuando no se encuentran nuevas especies después de un tiempo prolongado de

búsqueda (Ramírez, 2006).

El transecto punto intercepto: Esta técnica es rápida y logra cubrir áreas amplias, consiste en colocar una

cinta métrica (decámetro, flexometro) o una cuerda metrada y registrar a cada longitud determinada (ej

cada 10 cm) la categoría de cobertura presente debajo de la cinta métrica. Se constituye como el

método más versátil para el estudio de coberturas en una gran variedad de comunidades (Acosta et al.,

2009).

El transecto línea intercepto. Este método consiste en subdividir el área de trabajo (cuadrante) en subcuadrantes

de menor área, generando una cuadricula con diversos puntos de intersección y consiste en

hacer el registro biótico o abiótico presente debajo de cada uno de esos puntos. Estos puntos se utilizan

para registrar coberturas algales y la composición abiótica (arena, canto, grava etc). En algunos casos

debido a la superposición algal es posible que se registren un mayor número de puntos al número de

intersecciones establecido (Romero, 2009).

Cadena: Este método se basa en la metodología de CARICOMP (1990) para arrecifes coralinos, y

consiste en extender una cadena con eslabones con una longitud conocida, teniendo en cuenta que

siempre este en contacto con el sustrato. Posteriormente, se procede a registrar el número de

eslabones correspondientes a cada componente bentónico recorrido sistemáticamente por la cadena

(Núñez et al., 1999).

162


LITORAL ROCOSO

Video transecto – foto cuadrante – puntos al azar en cuadrantes: En este método se recurre a emplear

en campo cámaras de video o de fotografía y posteriormente en oficina se hace la adquisición de los

datos mediante el uso de hardware y software especializado (Acosta et al., 2009).

Transectos de banda – cinturón de cuadrantes – técnica de cuadrantes: Consiste en un área de forma

rectangular, de longitud y ancho conocidos, que el investigador ubica al azar sobre la comunidad bajo

estudio. A su vez, este transecto puede estar subdividido en cuadrantes, los cuales pueden ubicarse de

manera continua, a lado y lado del observador o distribuirse de manera sistemática sobre el transecto

(Ramírez, 2006). En otros casos, se demarca un área rectangular y se ubican al azar mediante números

aleatorios, un número previamente establecido de cuadrantes, para llevar a cabo la disposición de los

cuadrantes, previo al muestreo en un esquema, se divide el área en cuadriculas cuyo tamaño

corresponde el área del cuadrante empleado y a cada una se le asigna un número, en este caso la

repetición de los números se descarta teniendo en cuenta que cada número se tiene en cuenta una sola

vez en cada estación y muestreo (Garcés y Romero, 2002).

El muestreo para este tipo diseños finaliza mediante el desarrollo de curvas acumuladas de especies vs

área, especies vs diversidad o especies vs número de cuadrantes, en las cuales el número de especies

encontradas se gráfica en el eje de las ordenadas y el área, diversidad o número de cuadrantes en el eje

de las abscisas. La grafica resultante corresponde a una curva que crece cada vez más lentamente y que

obedece a un modelo logarítmico cuando la comunidad estudiada es homogénea. El punto de inflexión y

de estabilidad prolongada de la curva señala que se trata de una muestra representativa (Crisci y López,

1983).

Recientemente se ha desarrollado el protocolo estandarizado NAGISA (Natural Geography in Shore

Areas), el cual es un proyecto enmarcado en el Censo de la Vida Marina (CoML - Census of Marine Life),

que tuvo como objetivo general hacer el inventario actual de la fauna y flora marina en los océanos del

mundo y se enfocó en el estudio de litorales rocosos y praderas de fanerógamas marinas (Iken y Konar,

2003).

Si se desea mayor detalle sobre el procedimiento de campo empleado en las diferentes técnicas, se

recomienda consultar Sousa (1979), López (1997), English et al. (1997), Harriot et al. (1997), Garcés y

Romero (2002), Iken y Konar (2003) y Miloslavich y Carbonini (2010). De igual forma Ramírez (2006) y

Acosta et al. (2009) presentan ventajas y desventajas de las diferentes técnicas empleadas para el estudio

de los litorales rocosos.


Para la caracterización de litorales rocosos, la realización de evaluaciones ecológicas rápidas o

monitoreos a largo plazo se deben registrar como mínimo las siguientes variables abióticas:

Tipo de roca: En cada estación de muestreo se debe identificar el tipo de roca predominante, si no es

posible hacerlo in situ, tomar fotografías y/o muestras para su identificación posterior con ayuda de

bibliografía especializada (IGAC, 1975; Cortes-Castillo, 2006). De acuerdo a su origen el tipo de roca se

puede clasificar en tres grupos principales según Emmons et al. (1965):

a) Sedimentarias: Se derivan principalmente de la meteorización de los productos de destrucción de las

rocas más antiguas.

b) Ígneas: Formadas por solidificación de materias fundidas que se produjeron al interior de la tierra.

Generalmente son constituidas por minerales y tienen estructuras cristalinas, aunque algunas pueden ser

vítreas.


163


c) Metamórficas: Son producto de la transformación de rocas ígneas o sedimentarias, alteradas en su

composición mineral y/o en su estructura por recristalización bajo condiciones de alta presión y

temperatura dentro de la tierra.

• Intensidad del oleaje:

En cada punto de muestreo se debe estimar la intensidad del oleaje. Para esto se sugiere la utilización de

la escala de Beaufort (Tabla 8.1), que describe el estado del mar en función de la velocidad del viento

(Cousteau, 1995). Para lograr una estimación precisa y objetiva de este factor se recomienda el uso un

anemómetro portátil digital.

Tabla 8.1.

Grados

Beaufort

Terminología

correspondiente

Km/h

Efectos observados

0 Calma 1 Como una balsa de aceite o un espejo.

1 Brisa o ventolina 1-5 Se forman pequeñas crestas, parecidas a escamas, pero sin

espuma.

2 Flojito 6-11 Olas cortas, pero claramente visibles. Las crestas tienen

apariencia vidriosa, pero no rompen.

3 Flojo 12-19 Pequeñas olas, cuya cresta empieza a romperse. Espuma de

aspecto vidrioso.

4 Bonancible 20-28 Aunque todavía sereno, el mar empieza a encresparse un

poco.

5 Fresquito 29-38 Olas de moderada dimensión, con formas visiblemente

alargadas. “Cabrillas” bastante abundantes.

6 Fresco 39-49 El oleaje está ya formado, potente. Se generalizan las crestas

de espuma blanca. Brumazón.

7 Muy Fresco 50-61 Mar gruesa. La espuma blanca del oleaje que se levanta

empieza a desprenderse en largos jirones, orientados en el

sentido del viento.

8 Frescachón 62-74 El oleaje cobra mayor amplitud. Las olas, sin reventar aún,

originan en el torbellino de la cresta vertiginosos torbellinos

de rocío.

9 Duro 75-88 Oleaje enorme. Por doquier, nubes de espuma sobrevuelan

el mar. La cima de las olas vacila: estas adoptan aspecto

espiral y rompen en “rodillos” poderosos. La neblina reduce a

visibilidad.

10 Muy duro o temporal 89-102 Oleaje impresionante: todas las crestas con penacho de

espuma, cuyos “paquetes” son tan grandes y numerosos que

se aglomeran en anchas franjas. Todo el mar parece blanco.

Los “rodillos” rompen con gran violencia. Mala visibilidad.

11 Huracanado o

borrasca

103-117 El oleaje alcanza altura excepcional (un barco pequeño en el

seno de la ola, pierde de vista la línea del horizonte). Mar

totalmente cubierto de espuma. El viento hace romper olas

gigantescas. Visibilidad reducida a pocos metros.

12 Huracán 118-133 El aire se llena de espuma; mar enteramente blanco. Las olas

ponen en peligro incluso a grandes buques. Visibilidad casi

nula.

164


LITORAL ROCOSO

• Pendiente:

Corresponde a la inclinación que presenta el sustrato rocoso con relación al plano horizontal (Osorno y

Díaz, 2006). Se recomienda determinar este factor por medio de un clinómetro en varios puntos de la

zona de “goteo”, para así poder estimar posteriormente medidas de tendencia central y dispersión de

cada una de las estaciones de muestreo (Acosta et al., 2009).

• Salinidad

Este factor puede ser determinado en campo por medio del uso de sondas portátiles (conductímetro,

refractómetro), o en laboratorio siguiendo los estándares nacionales y requisitos legales para el

monitoreo de aguas marinas (Garay et al., 2003; APHA et al., 2005). Se recomienda tomar suficientes

mediciones en cada estación de muestreo con el fin de calcular medidas de tendencia central y dispersión

de datos y para poder hacer comparaciones cuantitativas.

• Temperatura

Se sugiere tomar varias mediciones durante el día y la noche, ya que en este ecosistema la temperatura

puede variar ampliamente inclusive en un mismo día o durante periodos muy cortos de tiempo (Bandel y

Wedler, 1987; Nagelkerken y Debrot, 1995). Se pueden emplear desde termómetros de mercurio

simples (precisión 0,5 ºC), pasando por dispositivos multiparametricos (CTDO) para determinación de

calidad de aguas, hasta data loggers de temperatura que se pueden dejar en el punto de muestreo por

periodos prolongados registrando una gran cantidad de datos, en lapsos de tiempo variables (pueden

registrar datos desde cada 5 segundos hasta cada 9 horas).

• Nivel mareal

En el caso de estudios de larga duración se recomienda el uso de un mareómetro para obtener un

registro permanente del nivel mareal y poder relacionarlo con el comportamiento de los organismos

móviles y con la distribución espacial de las especies sésiles. Se pueden relacionar los datos biológicos del

monitoreo con las mediciones diarias, estacionales y anuales del nivel del mar. Adicionalmente el

mareómetro también resulta útil para definir las zonas del litoral rocoso y sus límites en cada localidad

(Acosta et al., 2009).


A continuación se propone el diseño muestreal para el litoral rocoso en Colombia según los objetivos y

el tipo de estudio, considerando una Caracterización de Línea Base, un Monitoreo y una Evaluación

Ecológica Rápida. La técnica sugerida es una adaptación de los métodos propuestos por Ramírez (2006),

del protocolo de Natural Geography in Shore Areas - NaGISA (Iken y Konar, 2003), del manual para el

monitoreo de Acosta et al. (2009) y del manual de muestreo para comunidades costeras de Miloslavich y

Carbonini (2010).

Para desarrollar una caracterización de línea base lo ideal es contemplar los periodos climáticos

completos incluyendo muestreos durante la época seca, húmeda y de transición. El diseño muestreal en

el caso de una caracterización de línea base y de monitoreos se desarrollará enfocado en cada una de las

zonas del litoral rocoso (supralitoral, mesolitoral e infralitoral), es decir, se desarrollara de manera

paralela a la costa, mientras que para el caso de evaluaciones ecológicas rápidas el diseño muestreal se

desarrollara de manera perpendicular a la costa.

Los transectos serán geoposicionados y en el caso de monitoreos serán marcados por medio de chazos

de acero en la zona supralitoral, mesolitoral e infralitoral para poder muestrear exactamente las mismas

áreas en cada salida de campo. En cada transecto se tomarán datos de la biotá marina de la siguiente


165


manera: I. Cobertura viva de macroalgas y organismos sésiles coloniales, II. Megafauna asociada

(organismos entre 2,0 y 20,0 mm), III. Macrofauna (organismos entre 0,2 y 2,0 mm) y IV. Fauna criptica.

8.4.1 Cobertura viva de macroalgas y organismos sésiles coloniales:

Para el caso de una caracterización de línea base y de un monitoreo, se trazara 10 metros con una cinta

métrica o flexómetro paralela a la costa en cada zona de vida (supralitoral, mesolitoral e infralitoral). De

manera sistemática iniciando en el segundo metro de la cinta se utilizarán cuatro (4) cuadrantes de 50 cm

x 50 cm (A-B-C-D), ubicados en cada esquina del plano horizontal y vertical (Figura 8.2). Estos

cuadrantes deben estar subdivididos en subcuadrantes de 25 cm 2 , es decir cada 5 cm se tendrá una

división mediante nylon o cabos tensionados en cada lado, generando una cuadricula con 100

intersecciones.

SUPRALITORAL

A

B

A

B

A

B

A

B

A

B

D

C

D

C

D

C

D

C

D

C

MESOLITORAL

A

B

A

B

A

B

A

B

A

B

D

C

D

C

D

C

D

C

D

C

INFRALITORA

LA

B

A

B

A

B

A

B

A

B

D

C

D

C

D

C

D

C

D

C

1 2 3 4 5

Cuadrante uno (1)

Cuadrante dos (2)

Inicio

transecto

50 cm 1 m

1 m

50 cm

A

D

B

C

0 m 1 m 2 m 3 m 4 m

10 m

Final

transecto

Figura 8.2. Ubicación de cuadrantes para establecer cobertura viva de macroalgas y organismos

sésiles coloniales en caracterización de línea base o monitoreo en litoral rocoso.

A

D

B

C

El método consiste en estblecer los organismos sésiles coloniales y las macroalgas presentes en cada

cuadrante, contando el número de puntos que se encuentran por encima de cada uno. Es importante que

la visualización del punto se haga desde su parte superior en todas las oportunidades, evitando tomar el

dato de manera diagonal, para reducir el sesgo en la toma de la información. Se resalta que la

información de estos cuatro cuadrantes se suma para tener la información por metro cuadrado. Para el

caso de las algas se tendrán en cuenta los grupos funcionales, se decir tapetes algales como Ceramium

spp., algas frondosas-carnosas como Dictyota spp., calcáreas articuladas como Halimeda spp., coralinaceas

166


LITORAL ROCOSO

costrosas como Sporolithon spp. y otras costrosas como Peyssonnelia spp. (Littler y Littler, 2000).

Posteriormente, se realizara el mismo procedimiento de manera sistemática hasta completar en total

cinco cuadrantes de 1 m 2 , para cada zona de vida del litoral rocoso.

Para una evaluación ecológica rápida se mantiene el mismo método con la diferencia que se trabajara de

manera perpendicular a la costa con una totalidad de seis (6) cuadrantes sumados de 1 m 2 (24 cuadrantes

de 50 cm x 50 cm). Estos cuadrantes se harán de manera continua o sistemática dependiendo de la

extensión del litoral, pero se deben tener las áreas sumadas 1 y 2 en el supralitoral, 3 y 4 en el

mesolitoral, y 5 y 6 en el infralitoral (Figura 8.3).

Inicio transecto

SUPRALITORAL

MESOLITORAL

INFRALITORA

L

D

C

D

C

D

C

D

C

D

C

D

C

A

B

A

B

A

B

A

B

A

B

A

B

1

2

3

4

5

6

0 m

1 m

2 m

3 m

D

C

D

C

D

C

A

B

A

B

B

1 m

50 cm

Cuadrante

uno (1)

Cuadrante

dos (2)

Cuadrante

tres (3)

50 cm 1 m A

6 m

Final transecto

Figura 8.3 Ubicación de cuadrantes para establecer la cobertura viva de macroalgas y organismos

sésiles coloniales en una evaluación ecológica rápida en el litoral rocoso.

8.4.2 Megafauna asociada:

Se empleará un transecto dividido en cuadrantes de 50 cm x 50 cm que se colocaran paralelos a la costa

por zona de vida (supralitoral, mesolitoral e infralitoral) y de manera sistemática para una caracterización

de línea base y continua a lo largo de 10 m para un monitoreo. En cada cuadrante se registrará la

totalidad de individuos presentes hasta el nivel taxonómico más bajo posible (mínimo hasta familia)

(Figura 8.4). Se destaca que el transecto para el caso de una caracterización de línea base, finaliza

desarrollando una curva acumulada de riqueza, en las cuales el número de especies encontradas se

gráfica en el eje de las ordenadas y el área en el eje de las abscisas. La grafica resultante corresponde a

una curva que crece cada vez más lentamente y que obedece a un modelo logarítmico cuando la

comunidad estudiada es homogénea. El punto de inflexión y de estabilidad prolongada de la curva señala

que se trata de una muestra representativa (Crisci y López, 1983).


167


a b c

Figura 8.4 Muestreo con cuadrantes en las zonas de vida del litoral rocoso a) en el supralitoral, b)

mesolitoral y c) infralitoral.

Para una evaluación ecológica rápida se mantiene el tamaño del cuadrante de 50 cm x 50 cm, pero las

condiciones del diseño cambian, trabajando un transecto perpendicular a la costa y el cuadrante se

colocará de manera continua. La longitud del transecto se debe establecer con respecto a la amplitud de

las zonas, es decir su límite superior estará determinado por la zona de salpicadura evidenciada por la

presencia de organismos indicadores de esta unidad ecológica (ej. moluscos del género Littorina) y su

límite inferior se presentara con el inicio de otra unidad ecológica (arrecifes o fondos blandos) o

teniendo en cuenta un metro por debajo de la línea de baja marea. Igualmente se contarán la totalidad de

los organismos presentes y se trabajara al nivel taxonómico más bajo posible (familia).

Adicionalmente, para la evaluación ecológica rápida, dos investigadores deben realizar de manera

independiente un censo visual de riqueza, registrando la presencia de los organismos de las diferentes

familias en un área delimitada de 10 m 2 (10 m x 1 m) o de mayor o menor área, dependiendo de las

condiciones y de la extensión de la estación. Este se debe realizar en cada zona de vida o estrato del

ecosistema (supralitoral, mesolitoral e infralitoral) y finalizará en el momento en que no aparezcan

organismos nuevos, registrándolos hasta el nivel taxonómico más bajo posible. Al terminar cada estación,

los dos investigadores realizaran en conjunto una tabla para establecer una variable cuantitativa

apreciativa de la abundancia de cada familia registrada. Este tipo de tablas tienen amplio uso en estudios

de vegetación, pero no excluyentes de investigaciones en fauna, por ser apreciativas tienen cierto margen

de error pero, aun así, aportan más información sobre el estado del ecosistema que solo los listados de

presencia-ausencia (Ramírez, 2006).

Tabla 8.2 Código de abundancia para cada familia registrada en el transecto.

Código

Abundancia

5 Dominante

4 Abundante

3 Frecuente

2 Ocasional

1 Raro

0 Ausente

168


LITORAL ROCOSO

8.4.3 Macrofauna y macroalgas:

Para los tres casos, se rasparán por medio de una espatula cuatro (4) áreas de 25 cm x 25 cm, en cada

zona de vida (supralitoral, mesolitoral e infralitoral), para establecer hasta el nivel más bajo posible las

macroalgas y la macrofauna presente. Estos raspados se realizan en áreas cuya cobertura represente cada

zona de vida y la selección de las áreas a raspar debe realizarse mediante números aleatorios, teniendo

en cuenta que previo al muestro en un esquema, se dibuja el área del transecto dividida en cuadriculas

cuyo tamaño corresponde el área del cuadrante a emplear y a cada una se le asigna un número. Estos

números se emplearan para las tres zonas. La repetición de los números se descarta teniendo en cuenta

que cada número se utilice una sola vez en cada estación y muestreo.

8.4.4 Fauna criptica:

Para el caso de litorales con presencia de rocas, en los tres tipos de estudios se realizara el

procedimiento anteriormente mencionado para seleccionar cuatro (4) áreas de manera aleatoria

empleando cuadrantes de 50 cm x 50 cm. En cada área se contara la fauna presente en la parte inferior

de las rocas y en el sustrato cubierto por estas mismas. Se recomienda que un investigador tomé las

rocas suavemente y las pase a un balde grande con agua de mar con ayuda del investigador de apoyo, sin

voltearlas y sin haberlas sacado en un 100 % del agua para el caso de las rocas obtenidas en el

mesolitoral y supralitoral, con el fin de evitar la pérdida de los organismos. Estas rocas se enjuagan con el

agua del balde para desprender la fauna móvil y esta agua se tamiza por medio de un embudo grande y

un tamiz con un ojo de malla de 2 mm, para recolectar los organismos. Posteriormente, se procede al

conteo de los organismos sésiles presentes en la roca y de los móviles que se recolectaron en el tamiz.

De manera paralela, el tercer investigador contara los organismos presentes en el área que se

encontraba cubierta, una vez la roca se haya levantado. Para este procedimiento se recomienda generar

sombra con el cuerpo del investigador sobre el área de trabajo, para evitar el movimiento rápido de los

organismos y a su vez, por tratarse de fauna móvil, evitar replicar el conteo del mismo organismo al

levantar las rocas contiguas.

Recomendaciones generales

En primera medida es importante tener en cuenta algunos criterios para la elección de las estaciones de

muestreo: el litoral rocoso debe ser representativo en cada estación de acuerdo a sus características

(pendiente y exposición al oleaje entre otros) y lo suficientemente amplio para permitir la toma de

datos. Debe ser de fácil acceso y seguro para el muestreo, y debe tener la presencia de signos

indicadores y de especies características del litoral rocoso (cobertura de algas).

A su vez se debe justificar, según sea el caso, el número de estaciones en el Área de Influencia Indirecta

(AII) y en el Área de Influencia Directa (AID), considerando que deben ser representativas para toda el

área a evaluar. Los muestreos deben realizarse durante el día y deben enunciar las horas en las que se

realizó la toma de la información. Indicar factores adicionales a considerar en la estación durante el

muestreo como áreas protegidas o expuestas a la marea, mares de leva, eventos Niño o Niña y fases de

la luna, entre otros. Es adecuado para el muestreo el uso de cámaras de fotografía o de video para toda

la toma de datos en campo, teniendo en cuenta que son un soporte adicional sobre el estado de la

unidad ecológica.

Establecer la relevancia o no de efectuar bioensayos o pruebas de laboratorio específicas como pruebas

de bio-acumulación y toxicidad (concentraciones, efectos de exposición, tiempos, entre otros).

Se recomienda para la ubicación de los transectos, evitar lugares sombreados, zonas en las que se

formen pozos temporales o permanentes y áreas cercanas a playas arenosas o con litoral inestable.

Igualmente, los transectos no deben ser cercanos entre sí para buscar la independencia de las réplicas y

de los tratamientos, deben ubicarse a una distancia prudente según el criterio del investigador soportado


169


por la extensión del litoral y por las características propias del litoral con respecto a factores como la

pendiente y grado de exposición al oleaje entre otros.

En campo, este trabajo se debe desarrollar por tres investigadores, un investigador de apoyo con

funciones de recopilar los datos en los formatos establecidos, organizar las muestras, tomar fotografías y

apoyar a los restantes dos investigadores, que se encargan de raspar las áreas establecidas e identificar y

contar los organismos presentes en los puntos y en los cuadrantes.

La resolución taxonómica se plantea al nivel más bajo posible, mínimo a nivel de familia, teniendo en

cuenta que las diferencias en los resultados obtenidos a nivel de familia a especie, no superan una

diferencia de 5 - 8% en la capacidad de discernir similaridades entre muestras para este tipo de

ambientes (Bates et al., 2007), en otras palabras, identificar los organismos a nivel de familia nos va

ofrecer casi la misma información para detectar cambios en la estructura de la comunidad, que

identificarlos a nivel de género o especie. A su vez, minimiza el error en la identificación de los

organismos porque requiere un menor conocimiento taxonómico. Con esto se benefician los tiempos de

muestreo, la necesidad de recolectar el material biológico y generan un potencial para aumentar el área

geográfica de trabajo y la frecuencia de los muestreos. A pesar de esto, no se pueden desconocer los

problemas asociados con muestreos a niveles taxonómicos altos, como la no detección de especies

invasoras o procesos de extirpación (desaparición de especies), que si requieren muestreos a nivel de

especie. Por lo cual, el criterio del investigador, debe establecer según sea el caso, la necesidad de

requerir una resolución taxonómica a nivel familia, género o especie y debe estar debidamente justificado

en los diversos documentos.

Para los organismos que no sean posibles de identificar en campo, realice un registro fotográfico,

anotaciones de coloración y descripción, y en última instancia la recolecta de pocos individuos. El

material recolectado de los morfotipos y de los raspados, deberá contener el código de la estación,

número del cuadrante según la cuadricula, fecha, investigador y proyecto. Deben ser trasladadas en

bolsas o frascos plásticos congelados en agua marina o fijados en alcohol al 70% para su posterior

identificación en laboratorio empleando literatura especializada. Ver aparte para la recolecta y

preservación de material biológico.

Como materiales esenciales se deben tener en cuenta cabos de 100 m, cuadrantes de 1 m x 1 m, 50 cm

x 50 cm y de 25 cm x 25 cm, cinta metrada o flexómetro, espátulas, baldes grandes, bolsas plásticas,

embudo grande, tamiz de 2 mm, mazo y chazos de acero para demarcar el transecto en monitoreos,

careta y snorkel para el infralitoral, tarros plásticos medianos y pequeños de fotografía, tablas acrílicas,

lápiz, borrador, tajalápiz, cámara fotográfica, nevera de icopor y como reactivo se debe manejar alcohol

al 70%.


Para el análisis de la información se sugiere seguir el esquema general planteado a continuación:

I. Con los datos obtenidos en campo se construyen matrices primarias que agrupan los datos bióticos,

donde se relacionan estaciones y familia, género o especie, según la jerarquía taxonómica trabajada (Field

et al., 1982). Se realizan representaciones gráficas (por ejemplo histogramas), para visualizar el

comportamiento de los principales atributos comunitarios entre las estaciones en el área de estudio. Se

recomiendan los índices ecológicos de riqueza de Margalef (d), la uniformidad mediante el índice de

uniformidad de Pielou (J’) y diversidad con el índice de diversidad de Shannon-Wiener (H’) (Ramírez,

1999; Villarreal et al., 2006).

II. Posteriormente se pueden emplear técnicas multivariadas con el propósito de detectar diferencias en

la estructura de la comunidad entre las estaciones de muestreo, en el espacio y/o en el tiempo.

170


LITORAL ROCOSO

Seguidamente se llevan a cabo análisis de clasificación cuantitativos, idealmente mediante el índice de

similaridad de Bray-Curtis, usando como técnica de agrupamiento el ligamiento promedio (UPGMA)

(Field et al., 1982; Ramírez, 1999). Estos análisis se efectúan sobre la matriz básica de abundancias y los

datos deben ser transformados de acuerdo a su naturaleza (Clarke y Warwick, 2001). La clasificación

cuantitativa puede complementarse con análisis de ordenación; estos pueden hacerse empleando el

método de escalamiento multidimensional no métrico (nMDS), que se basa en una relación no lineal

entre las similaridades y las distancias en el plano cartesiano (Field et al., 1982; Ludwig y Reynolds, 1988).

III. Finalmente, una vez identificados los patrones bióticos espaciales y/o temporales, se busca establecer

la forma en que estos responden a los parámetros ambientales registrados en campo. Para este

propósito se sugiere el análisis “Biota and/or Environment Matching” BIO-ENV. Este análisis determina el

conjunto de variables que mejor “explica” o “se asocia” al patrón de las comunidades en estudio

mediante la correlación de las matrices triangulares de similaridad biótica (construida con base en la

similaridad de Bray-Curtis) y abiótica (construida con base en distancias euclidianas) (Clarke y Ainsworth,

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LITORAL ARENOSO

Paola Flórez, Tibisay Posada Palacio y Héctor Fabio Sáenz

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177


9 LITORAL ARENOSO

9.1 INTRODUCCIÓN

Históricamente el hombre ha estado estrechamente ligado a las costas de los mares, en ellas se han

erigido los principales asentamientos urbanos y han sido la puerta al desarrollo económico y al

aprovechamiento de los recursos marinos. Alrededor del mundo las playas arenosas o litorales mixtos

(arena-roca) constituyen aproximadamente el 75% de la línea de costa (Brown, 2001), lo cual las

convierte en uno de los ecosistemas marinos de más fácil acceso para el hombre y por ende, uno de los

más intervenidos (Figura 9.1).

Figura 9.1 Playa de Taganga (Fotografía Paola Flórez).

Los litorales arenosos o playas, se definen como la franja de material no consolidado, bien sean arenas

y/o gravas en la interface tierra-mar, la cual se extiende desde la línea de baja marea hasta donde se

presenta un cambio marcado en su fisiografía. Es un biotopo inestable debido a los variables tensores

físicos a los que se encuentra sometido constantemente, como el viento, las corrientes y el oleaje (Vidal

et al., 1995); además, características morfológicas como la pendiente, extensión, tipo y origen del grano,

determinan la estructura física y por ende la de las comunidades biológicas que las habitan. Según su

morfodinámica, las playas se clasifican en disipativas, reflexivas o intermedias, dependiendo

principalmente del grado de inclinación; así, las playas disipativas tienden a tener una menor pendiente,

mientras las reflectivas una mayor; de igual forma, las playas se pueden catalogar como expuestas o

protegidas, con base a la exposición al viento, las corrientes y el oleaje (McLachlan, 1983; McLachlan,

1990; Defeo y McLachlan, 2005; McLachlan y Brown, 2006).

Paralelamente, este ecosistema presenta tres zonas marcadas, el infralitoral que se encuentra por debajo

de la línea de bajamar y está siempre sumergido, el mesolitoral donde rompen las olas, entre las líneas de

baja y alta marea, y el supralitoral desde la línea de marea más alta hasta la presencia de dunas o

178


LITORAL ARENOSO

cordones litorales; dichas áreas son altamente dinámicas ya que se ven influenciadas por escalas horarias

y estacionales (Figura 9.2).

Figura 9.2 Zonación de las playas (Fotografía Paola Flórez).

En términos generales y comparados con otros ecosistemas marinos, los litrorales arenosos tienden a

presentar una baja diversidad de especies y un alto grado de especialización (Ocaña et al., 2012). De igual

forma, se ha observado la tendencia de que la diversidad de especies, su abundancia y biomasa son más

elevadas en las playas disipativas que en las reflectivas (McLachlan, 2001). Estas características únicas,

sumadas a la heterogeneidad ambiental, la conectividad entre playas y los disturbios humanos, juegan un

rol importante en la estructuración de las comunidades adaptadas a sobrevivir en este medio (Brafield,

1978; Jaramillo y McLachlan, 1993; Defeo y de Alava, 1995; INVEMAR, 2003; Defeo y McLachlan, 2005;

Sclader et al., 2007; Deidun y Schembri, 2008).

La fauna existente en este ecosistema se caracteriza por presentar hábitos suspensívoros, detritívoros

y/o filtradores; son móviles y se encuentran adaptados a cavar o migrar, y dependen principalmente de

los aportes energéticos de los ecosistemas terrestres y marinos adyacentes (Márquez 1990; Cantera y

Contreras 1993). Entre la meiofauna permanente se encuentran principalmente nemátodos, copépodos

harpacticoideos, turbelarios, oligochaetos, ostrácodos y gastrotricos (McIntyre, 1969); no obstante

también es común encontrar representantes de cnidarios (hidroides, escifozoos y antozoos), tardígrados,

sipuncúlidos, moluscos, equinodermos, chaetognatos y tunicados (Armonies y Reise, 2000).

Dependiendo de la zonación de las playas, la composición faunística de la macrofauna es variable; así, la

zona supralitoral se caracteriza por presentar principalmente crustáceos decápodos de la familia

Ocypodidae (Cangrejos) y Paguridae (hermitaños), los cuales ecológicamente cumplen con el rol de

regulación de las poblaciones y limpieza, ya que se alimentan de otros organismos y tienen prácticas

carroñeras (Márquez, 1990; Cantera y Contreras, 1993). En la zona mesolitoral, los representantes del

phylum Mollusca son los dominantes (bivalvos y gasterópodos), al igual que algunos crustáceos

enterradores (Ramos y Cuartas, 1995; Díaz y Puyana, 1994; Cantera y Contreras, 1993) y en menor

proporción se presentan nemátodos y platelmintos. Por su parte en la zona infralitoral, gracias a los

abundantes espacios intersticiales (Corpes, 1992) se presenta una amplia variedad de taxas, de las cuales

los anélidos, principalmente de la familia Nereididae, son los predominantes, quienes se encuentran

acompañados de algunos moluscos, equinodermos y crustáceos (Márquez 1990; Cantera y Contreras


179


1993). Por otra parte las playas también son de importancia para organismos con rutas migratorias como

aves (Cantera y Contreras 1993; Naranjo et al., 2012), y claves en el desove y anidación de tortugas

marinas (Ceballos-Fonseca, 2004; Figura 9.3).

a b

Figura 9.3 a) ejemplar de la familia Ocypodidae, común en la franja litoral del Caribe colombiano

(fotografía Paola Flórez) y b) Playa de anidación de la especie Caretta caretta (fotografía Felipe

Lazarus).

Los cambios de los patrones estructurales de la comunidad y su distribución vertical a lo largo de la cota,

infieren alteraciones ambientales en el ecosistema (Jiménez-Pérez et al. 1992), así cuando existe un

ambiente intervenido, algunos organismos oportunistas tienden a ser dominantes en el sistema,

evidenciando los cambios (e.g. Anélidos, Capitellidae Capitella capitata). No obstante las playas se

caracterizan por presentar una notable resiliencia cuando las condiciones se restablecen, gracias a la

actividad constante del oleaje, y pueden presentar una rápida sucesión; sin embargo, debido a la escasez

de estudios regionales es complejo determinar su capacidad de recuperación (Diaz-Pulido, 1997).

Pese a que de los 1.600 km de costa colombiana, el 44% corresponde a playas arenosas (INVEMAR,

2003), el conocimiento que se tiene acerca de las comunidades biológicas asociadas a estos ecosistemas,

así como los impactos generados sobre estas, es aún incipiente. En el Caribe se cuenta con algunos

estudios de zonificación y caracterización de comunidades macrobentónicas, realizados en el golfo de

Morrosquillo (Bolaños et al., 2004; Sáenz et al., 2012) y en la región de Santa Marta (Rodríguez, 1982;

INVEMAR, 2009), en los cuales se describe la relación y distribución de éstas, con respecto a diversos

factores físicos, así como a cambios en la estructura de la comunidad, generada por eventos antrópicos.

Por su parte, en el Pacífico, en el delta del río San Juan, bahía Málaga, Tumaco, Buenaventura y Ladrilleros

entre otras, se han observado las variaciones temporales de la fauna macrobentónica en los diferentes

estratos de la zona intermareal (Cuartas et al., 1995; Riascos y Rallón, 2001). Incluir los estudios de

consultoría en el golfo de Morrosquillo (Pacific Rubiales) y Santa Marta (Terlica).

Las playas, a nivel ecológico cumplen con roles determinantes, pues no solo generan hábitats para

algunas especies silvestres de flora y fauna, sino que también tienen importantes funciones en el

reciclamiento de nutrientes y filtración de agua. Además constituyen un bien socio-económico de

importancia superior, en tanto son intensamente utilizados para el turismo, la recreación y diferentes

actividades del desarrollo costero, más que cualquier otro tipo de ecosistema marino. De esta forma,

una amplia gama de impactos afectan estos ambientes, como el crecimiento poblacional, el cambio

climático global y su consecuente aumento del nivel del mar, la erosión costera y las actividades

antropogénicas (Defeo y de Alava, 1995; Sclader et al., 2007; Schlacher et al., 2008; INVEMAR, 2009).

180


LITORAL ARENOSO


Para el análisis de la estructura (e.g. abundancia, biomasa, diversidad) y composición de las comunidades

biológicas de este ecosistema, se emplean métodos para extraer el sedimento como changas o redes de

arrastre, palas (Grajales-Gonzales y Vergara-Chen, 2004) y corazonadores; no obstante es importante la

estandarización de los métodos (definición de los transectos, estaciones adecuadas de muestreo,

mínimos muestreales, épocas de muestreo, diámetro de los muestreadores, profundidad de colecta,

forma del colector, entre otros), para poder realizar análisis comparativos apropiados (Schlacher et al.,

2008). Paralelo a la recolección de los organismos, es necesario tener en cuenta varias características

físicas de la playa a ser estudiada, como pendiente, tamaño y tipo de grano, así como el grado de

exposición al oleaje, principalmente (Schlacher et al., 2008).

Para el análisis de la estructura (e.g. abundancia, biomasa, diversidad) y composición de las comunidades

biológicas de este ecosistema, se emplean métodos para extraer el sedimento como changas o redes de

arrastre, palas (Grajales-Gonzales y Vergara-Chen, 2004) y corazonadores; no obstante es importante la

estandarización de los métodos (definición de los transectos, estaciones adecuadas de muestreo,

mínimos muestreales, épocas de muestreo, diámetro de los muestreadores, profundidad de colecta,

forma del colector, entre otros), para poder realizar análisis comparativos apropiados (Schlacher et al.,

2008). Paralelo a la recolección de los organismos, es necesario tener en cuenta varias características

físicas de la playa a ser estudiada, como pendiente, tamaño y tipo de grano, así como el grado de

exposición al oleaje, principalmente (Schlacher et al., 2008).


Debido a las playas arenosas son entornos físicos dinámicos y la fauna presente en ella responde

principalmente a variaciones en los atributos ambientales, la caracterización de las condiciones

ambientales es un requisito fundamental en todos los estudios de ecología de comunidades de playas. Por

esta razón, además de la toma de muestras biológicas, la mayoría de investigaciones tratan de

caracterizar la playa basándose en sus características físicas (McLachlan y Dorvlo 2005).

Como se mencionó previamente, la morfodinámica de la zona intermareal constituye dentro del

contexto de la “ecología de playas de arena” uno de los principales factores que explican la distribución y

diversidad de la macrofauna intermareal (McLachlan et al., 1993; Jaramillo et al., 1993).

Entre los principales parámetros fisicoquímicos que determinan la composición y la diversidad biológica

en los litorales arenosos encontramos los descritos a continuación:

• Granulometría

El tamaño del grano es una propiedad fundamental de las partículas de sedimento que afectan su arrastre,

transporte y deposición. Este factor, junto con la porosidad y naturaleza del sustrato, determinan la

capacidad de retención del agua durante la marea baja; de este modo, el agua que es retenida contribuye

a evitar la desecación de los organismos y facilita el enterramiento de la mayoría de las especies (Díaz-

Pulido, 1997).

El método gravimétrico que se recomienda utilizar, es el de dispersión en hexametafosfato de sodio y

cribado en diferentes tamices (Dewis y Freitas, 1984). No obstante existen diversas técnicas empleadas

en la determinación del tamaño de grano, entre las cuales se incluyen la medición directa, el tamizado en

seco y húmedo, la sedimentación, la medición por granulómetro láser, el sedígrafo de rayos X y los

contadores de partículas. Dichas técnicas implican la división de la muestra de sedimento en una serie de

fracciones por tamaño, lo que permite una distribución del grano, que se construirá a partir del

porcentaje de peso o volumen de sedimento en cada fracción (Blott y Pye, 2001).


181


• Inclinación del sustrato

La inclinación presenta fuertes limitaciones interactuando con la fuerza del oleaje: las especies que

habitan superficies muy inclinadas o verticales y con mar agitado presentan adaptaciones importantes

para sostenerse, mientras que en zonas menos agitadas o menos inclinadas, no las presentan. La

pendiente de las superficies estudiadas puede medirse con diferentes metodologías, siendo las más

sencillas entre ellas las estimaciones de orden (pendiente abrupta, pendiente intermedia, pendiente baja)

y algunas cuantificaciones aproximadas de rango (0-10º, 10-30º, 30-6º, y más de 60º). Otra forma para

obtener de manera indirecta la inclinación de una playa es usando el método Emery (1961) (Figura 9.4),

utilizando la siguiente ecuación:

PP = aaaa xx100

II

aaaa: Diferencia de alturas entre estaciones sucesivas

I: Distancia entre primera y última estación (Emery, 1961).

Igualmente se pueden utilizar brújulas para la medición directa de la pendiente. Ver Figura 9.4

a b

Figura 9.4. a y b) Muestreo por brújula para medición de pendiente en la playa (fotografía INVEMAR

programa GEO)

• Materia orgánica

Aunque no es un mineral, es un constituyente importante de los sedimentos. Su acumulación dentro del

sustrato, puede considerarse importante para el mantenimiento de los organismos bentónicos (Cognetti

et al., 2001; Lalli y Parsons, 1997). Anteriormente se utilizaba la combustión para determinar fracciones

de carbono orgánico en el sedimento (Adams et al., 1985). Sin embargo, este método puede oxidar

algunos componentes inorgánicos (U.S. EPA., 2001). El método recomendado para obtener los

porcentajes de materia orgánica en sedimento es el método de digestión en medio alcalino con

permanganato de potasio (Garay et al., 2003).

182


LITORAL ARENOSO

• Geomorfología de playas

Las unidades geomorfológicas están en constante cambio, influenciadas tanto por los procesos marinos

(olas, mareas y corrientes litorales) como por procesos terrestres (descarga de ríos, escorrentía y

procesos de remoción en masa por gravedad). Desde hace varias décadas, la influencia antrópica ha

demostrado ser decisiva a la hora de alterar las geoformas, principalmente en el litoral, lo cual afecta la

dinámica ecológica de las comunidades que habitan este ecosistema. Las geoformas están determinadas

por los rasgos del relieve (escarpes naturales o antrópicos, relieves internos de laderas o flancos, crestas

y formas de valle), definidos en sitios puntuales y determinados por la morfometría detallada del terrero

(Figura 9.5).

a b c

Figura 9.5. Levantamiento de perfiles de playa con nivel de precisión y una mira. Se registra hacia el

mar hasta una profundidad de -1,5 m y hacia tierra hasta ±100 m o hasta donde las condiciones lo

permitan. Cortesía INVEMAR (Programa GEO).

Otras variables cualitativas y cuantitativas a medir, son las propuestas por propuestos por Schlacher et al.

(2008):

• Tipo de playa: Estrechas y empinadas (reflexivas); anchas y planas (disipativas); intermedias (se

encuentran entre estos dos extremos).

• Composición mineralógica del sedimento de playa.

• Descripción de olas, vientos y regímenes de mareas en el área (Pronóstico de mareas

previamente consultado).

• Grado de exposición al oleaje. Periodo y altura de las olas, máxima amplitud de la marea.

• Características prominentes de las playas: dunas, cúspides, longitud de la playa.

• Dimensiones de la zona de lavado (swash).

Y algunas otras variables relacionadas a continuación pueden llegar a ser útiles:

a. Complejidad estructural del hábitat, incluyendo características naturales como arroyos, depósito

de sedimentos, etc.

b. Características a nivel local: heterogeneidad del hábitat, perturbaciones de tipo antrópicas como

paso de vehículos, huellas, etc.

c. Humedad y penetrabilidad del sedimento.


183



El método estándar para la realización de investigación de línea base, caracterización o monitoreo en el

ecosistema de litoral arenoso se describe a continuación:

• Ubicación de los sitios de muestreo

El diseño de muestreo depende de los objetivos de la investigación y su variedad es muy grande, por lo

tanto el número y disposición de las estaciones en un sitio de muestreo dependerá de dichos objetivos y

teniendo en cuenta los términos de referencia que tengan injerencia sobre este ecosistema. Si estas

estaciones son muestreadas temporalmente, los cambios en la estructura de la comunidad pueden ser

interpretados de una manera confiable. Para que las estaciones muestreadas sean ubicadas en el mismo

sitio, se debe utilizar un sistema de posicionamiento global (GPS) que marque la latitud y longitud de

cada sitio. Finalmente es importante documentar por medio de fotografías para que los sitios costeros

sean identificados posteriormente.

• Formatos de campo y observaciones

El uso de formatos de campo donde se incluya la información específica de eventos poco significativos

aparentemente (hora del día, presencia de nubes, alteraciones de origen antrópico, etc.) resultan ser a

menudo esenciales al momento de interpretar los datos obtenidos. La información mínima requerida

para la toma de datos en caracterizaciones y/o monitoreo en el litoral arenoso está consignada en los

formatos de campo en el Anexo 11.13.

• Recolección de muestras

Los ambientes intermareales son relativamente fácilmente de muestrear, ya que los equipos utilizados

son sencillos. Del diseño de muestreo, la correcta toma de la muestra y su preservación depende la

confiabilidad de los datos obtenidos en un estudio (Zaixso, 2002), por lo tanto a continuación se

explicarán solo los métodos para la recolección de la muestra en el litoral arenoso:

a) En cada estación se debe ubicar un punto central sobre un plano transversal a la línea de

costa, donde se realizará el muestreo de la comunidad bentónica del litoral arenoso.

b) Tomar registros de las dimensiones de la playa: longitud total de la playa, de la zona

supralitoral, mesolitoral e infralitoral y hacer mediciones de pendiente.

c) La extracción de la muestra en el litoral arenoso se puede realizar con muestreadores

cuadrados y/o circulares, dragas y redes de arrastre. Sin embargo, el método recomendado

en la mayoría de los casos son los muestreadores circulares o núcleos, debido a que tienen

una superficie área/volumen más pequeña, se construye más fácilmente a partir de una gama

amplia de materiales fácilmente disponibles, evitan el escape de especies móviles de la

superficie, crea un vacío que retiene el sedimento y es capaz de penetrar el sedimento más

profundamente, logrando obtener secciones de las diferentes capas del sedimento (Schlacher

et al., 2008).

Muchos organismos de playas arenosas se distribuyen irregularmente en varias escalas

espaciales (Giménez y Yannivelli, 2000; Defeo y McLachlan, 2005), por esta razón es

importante que el área de una sola muestra sea lo suficientemente grande como para

capturar a pequeña escala la variabilidad de distribución de los organismos. Esto se puede

hacer más fácilmente mediante la recopilación de varios núcleos, reduciendo así la

probabilidad de recolectar solo un parche de organismos (Schlacher et al., 2008).

Existen algunas reglas generales relacionadas con el tamaño del sistema recolector de

manera que sean eficientes en la captura (en términos de abundancia y diversidad de especies

184


LITORAL ARENOSO

en el hábitat) y que proporcionen estimaciones con una precisión aceptable. Esto se puede

logar utilizando un corazonador o corer de 16 cm de diámetro, el cual se introduce en el

sedimento 15 veces (o utilizando corer de 25 cm introducidos 6 veces o de 36 cm

introducidos 3 veces) hasta 25 cm de profundidad en el sedimento (a menos que se

demuestre que la parte de la infauna no excava más profundo) abarcando el área mínima de

muestreo para cada nivel o zona del litoral arenoso (0,3 m 2 ) (Schlacher et al., 2008). Este

proceso se realiza por zona en cada una de las estaciones.

d) Debido a que la definición convencional de la macrofauna involucra a especímenes retenidos

en una malla de 1 mm de abertura, este se ha convertido en el tamaño de malla más

ampliamente utilizado en la investigación de playas arenosas (MacLachlan y Brown, 2006).

Debido a esto, el lavado de la muestra se debe realizar directamente en campo, para lo cual

el sedimento se deposita en un tamiz de 1 mm agitándose circularmente dentro del mar para

eliminar partículas inferiores a este tamaño.

e) Posterior al lavado el sedimento retenido en el tamiz se guarda en bolsas dobles de calibre

grueso (recomendado el calibre 3) o en recipientes y contendores de muestra. Estos

materiales, ya sean nuevos o usados deben ser limpiados escrupulosamente antes de su uso.

Se debe utilizar solo el recipiente recomendado para cada tipo de muestra, y estos deben

estar tapados hasta su uso. Se recomienda mantener los recipientes o bolsas, con y sin

muestras, dentro de heladeras de icopor o cajas firmes para su almacenamiento.

f) Cada bolsa donde se guarda el sedimento debe estar previamente rotulada (un rótulo en

cada bolsa). Dicho rotulo de papel pergamino debe llevar el nombre de la campaña, estación,

la zona de recolección, número de corer, fecha y componente muestreado (macrofauna).

g) Luego de que la muestra se encuentra almacenada en la bolsa, se le agrega un litro de

solución de cloruro de magnesio para anestesiar y relajar los organismos; pasados 10

minutos, se adiciona una solución de formalina al 10 % (preparada con agua de mar

previamente tamizada con una malla de 1 mm) con bórax y rosa de bengala, con el fin de fijar

los tejidos de los organismos presentes en la muestra; este tipo de preservación es el más

adecuado por la naturaleza de los organismos muestreados.

h) En la recolección del sedimento para los análisis de materia orgánica y granulometría, se

recomienda la utilización de nucleadores verticales o corer. De igual forma, para su

almacenamiento se deberán utilizar frascos o bolsas plásticas sellados herméticamente,

debidamente rotulados con el nombre de la campaña, estación, zona de recolección, fecha y

variable a medir. Posteriormente se transportarán bajo refrigeración hasta el laboratorio,

preferiblemente en contenedores que permitan mantenerlas a 4 ºC, como heladeras de

icopor o neveras de fibra que contengan hielo seco o con “ice packs” – bolsas de hielo

mágico y almacenadas hasta su análisis, por un tiempo no mayor a 6 meses, y sin permitir que

las muestras se congelen, a menos que esto sea parte del protocolo de conservación.

Ver el proceso de recolección de muestras de macrofauna en el litoral arenoso en la Figura

9.6.

En playas donde el muestreo es generalmente limitado por el corto periodo de marea baja (como ocurre

en playas del Pacífico), se requiere de mayor esfuerzo y más personal en campo para lograr el mismo

resultado, que en lugares donde los periodos de marea baja son más extensos en tiempo. Por lo tanto se

deben considerar ciertas variaciones a los métodos utilizados, los cuales se modificarán según el lugar y

el objetivo del estudio.


185


a b c

d e f

Figura 9.6. Muestreo en litoral arenoso. a) Mediciones de la zonación; b) Toma de la muestra con

corazonador o corer; c) Lavado en campo de la muestra; d) Almacenaje de la muestra; e)

Preservación; f) Muestra tomada y etiquetada en litoral arenoso en las zonas supralitoral,

mesolitoral e infralitoral. Tomado y modificado de Sáenz et al. (2012).


En el laboratorio, cada sub-muestra se cierne nuevamente a través de un tamiz de 1 mm, con el fin de

retener la macrofauna y descartar los componentes bióticos de menor tamaño y los sedimentos finos

(Schlacher et al., 2008). Para extraer los organismos, todo el material retenido en el tamiz se extiende en

pequeñas porciones sobre bandejas planas con una película fina de agua, y con la ayuda de pinzas se

separaran inicialmente por taxones mayores. Este proceso se realiza por lo menos dos veces, cada una

por un observador diferente con el fin de asegurar la extracción completa de los organismos. Los

organismos de cada sub-muestra y estación se preservan en alcohol al 70 % en frascos debidamente

etiquetados.

La identificación de los organismos se debe realizar mínimo hasta el nivel taxonómico de familia, siendo

este nivel apto para la determinación de impactos ambientales, diferentes medidas de la estructura de la

comunidad y de variación espacial en ensamblajes naturales (Heip et al., 1988; Ferraro y Cole, 1992), sin

que exista pérdida de información relevante respecto a la identificación a nivel de género o especie

(Warwick, 1988). Se deben emplear claves específicas actualizadas y recientes de acuerdo al grupo

taxonómico, los cuales se confirman con el Registro Mundial de Especies Marinas (WoRMS) y el Sistema

Integrado de Información Taxonómica (ITIS). Los ejemplares que se encuentren en mejor estado y en lo

posible con todas sus estructuras completas, se seleccionan para formar una colección biológica de

referencia, con fines de verificación y confirmación de los taxones en caso que se requiera.

Finalmente, se deben construir matrices con los valores de abundancia del nivel taxonómico más bajo

encontrado por estación y zona del litoral. La abundancia se determina como la suma de los organismos

encontrados en todos los nucleadores o corers que conforman una unidad de muestreo (familias por

estación). La biomasa húmeda se calcula como el peso sobre una balanza analítica con aproximación de

0,0001 gramos, de los organismos de un mismo taxón encontrados por cada estación, después de

dejarlos escurrir por dos minutos.

186


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LITORAL ARENOSO


191


MANGLARES Y FAUNA ASOCIADA A

RAICES DE MANGLAR

Alexandra Rodríguez, Selene Rojas, Milena Hernández y Laura Perdomo

192


MANGLARES Y FAUNA ASOCIADA A RAÍCES DE MANGLAR


193


10 MANGLARES Y FAUNA ASOCIADA A

RAICES DE MAGLAR

10.1 INTRODUCCIÓN

Los manglares son ecosistemas acuáticos establecidos en zonas intermareales de costas protegidas

tropicales y subtropicales donde las mareas no superan los seis metros de inundación, o en estuarios

donde la influencia de los ríos favorece su desarrollo. Estos ecosistemas se caracterizan por presentar

formaciones de plantas halófitas facultativas (mangles) de tipo arbóreo o arbustivo (Ball y Farquhar,

1984), pertenecientes a gran cantidad de grupos taxonómicos diferentes, muchos de los cuales no están

relacionados filogenéticamente, pero tienen en común una gran variedad de adaptaciones morfológicas,

fisiológicas y reproductivas que les permite habitar en ambientes extremos con sustratos inestables, alto

contenido de materia orgánica, altas temperaturas, amplias fluctuaciones de salinidad y bajas

concentraciones de oxígeno (Tomlinson, 1986, Hutchings y Saenger, 1987).

Entre las adaptaciones más importantes se destaca la marcada tolerancia a la salinidad, el desarrollo de

un sistema radicular estructurado con presencia de raíces sujetadoras, estructuras respiratorias y

filtradoras especializadas, para el intercambio de gases en sustratos anaeróbicos y semillas a manera de

embriones (propágulos) capaces de flotar, cuyo mecanismo es la dispersión a través del agua (Snedaker y

Getter, 1985).

Debido a su importancia ecológica y social, el ecosistema de manglar es considerado como un

ecosistema estratégico, que le confiere un estatus particular. Desde el punto de vista ecológico, estos

ambientes ofrecen una variedad de hábitat que les concede una especial importancia en términos de

biodiversidad, regulan el clima local, reciclan los nutrientes, mantienen la calidad del agua, capturan

sedimentos y estabilizan el sustrato protegiendo la línea de costa de la acción de la erosión, son fijadores

de altas concentraciones de CO 2 y poseen una alta productividad (Figura 10.1). Desde la perspectiva

social y económica, los manglares desempeñan un papel fundamental en el desarrollo de prácticas

productivas por parte de las comunidades asentadas en estas áreas (Sierra-Correa et al., 2009).

Figura 10.1 Ecosistema de manglar típico. Sector Aguas Negras, Ciénaga Grande de Santa Marta,

Colombia.

194



A pesar de la gran cantidad de estudios florísticos sobre los manglares, no se tiene claridad sobre el total

de especies que componen su vegetación. Las familias y especies de mangle más características para

Colombia se describen en la Tabla 10.1 y se ilustran en la Figura 10.2.

Tabla 10.1. Características principales de las familias de mangle más comunes encontradas en

Colombia

Nombre

científico

Avicennia

germinans

Avicennia tonduzi

Rhizophora

mangle

Rhizophora

harrisoni

Rhizophora

racemosa

Conocarpus erecta

Laguncularia

racemosa

Pelliciera

rhizophorae

Mora

megistoperma

Nombre común Familia Características principales de la familia

Mangle negro,

iguanero o pelaojo

Avicenniaceae

Raíces de poca profundidad con abundantes

neumatóforos, los cuales emergen

perpendicularmente del suelo

Mangle Rojo Rhizophoraceae Se reconoce fácilmente por las raíces en zanco y

embriones alargados en forma de cigarro.

Mangle Rojo

Mangle Rojo

Mangle Botón,

mangle jeli o mangle

zaragoza

Mangle blanco,

amarillo o comedero

Combretaceae

Presentan un par de glándulas cerca a la base de

las hojas

Mangle piñuelo Thecaceae Se reconocen fácilmente por sus raíces cónicas,

formadas por contrafuertes y un tronco

generalmente recto. Flores blancas grandes y

frutos en forma de corazón con un espolón

anterior

Mangle Nato Caesalpinaceae Presentan nódulos radiculares donde se instalan

bacterias del género Rhizobium, con capacidad de

fijar el nitrógeno atmosférico, también poseen

frutos secos en legumbre con grandes

cotiledones ricos en reservas.


195


A. germinans R . mangle C . erectus L. r acemosa

Hoja

Tronco

Propágulo/Semilla

Figura 10.2. Ilustraciones de las especies de manglar más comunes encontradas en Colombia.

10.1.1 Fauna asociada a los manglares

Los manglares desde un punto de vista ecológico, son un ecosistema costero estratégico de asociaciones

vegetales, altamente productivo, que ofrece un importante hábitat de cría para numerosas especies

propias del estuario y residentes temporales (Chaves y Bouchereau, 1999; Márquez y Jiménez, 2002),

porque brinda, entre otras funciones, protección, disponibilidad de alimento y una reducida presión de

depredadores (Sedberry y Carter, 1993; Laegdsgaard y Johnson, 2001, Márquez y Jiménez, 2002; Mumby

et al., 2004). Así mismo, este ecosistema alberga diversas formas de vida, entre las que se destacan

invertebrados como anélidos, poríferos, moluscos y artrópodos, vertebrados como peces, anfibios,

reptiles y aves y, algunos mamíferos acuáticos y terrestres que pasan por lo menos algún ciclo de su vida

en la zona de manglar (Sánchez-Páez et al., 2000; Lacerda et al., 2001; Márquez y Jiménez, 2002).

Los manglares ofrecen un importante ambiente para numerosas especies que requieren un sustrato

sólido para fijarse o desplazarse, como es el caso de las esponjas, poliquetos, moluscos, crustáceos, entre

otros (Márquez y Jiménez, 2002;). La complejidad del sustrato, producto de las condiciones ambientales

propias de este ecosistema costero, puede favorecer el aumento en las tasas de colonización, mediante

la protección de los organismos de las presiones del medio ambiente y el incremento de las áreas

disponibles para el establecimiento de la fauna (Jacobi y Langevin, 1996).

En este sentido, las raíces fúlcreas de Rhizophora mangle que se encuentran sumergidas, ofrecen un

sustrato de fijación para especies sésiles epibiontes, que se alimentan principalmente por filtración a

partir de partículas en suspensión llevadas por el agua que circula entre los manglares durante los

cambios de marea (Rodríguez, 1967). La distribución espacial y temporal de los organismos asociados a

las raíces de mangle, están determinadas por las condiciones ambientales y las adaptaciones ecológicas de

cada especie en particular (Palacio, 1988). Las variaciones de la salinidad en el ecosistema de manglar

están asociadas a los regímenes de marea y al aporte variable de agua dulce a través de los sistemas

196



fluviales continentales. Estas oscilaciones de la salinidad se convierten en un factor determinante en la

composición de los organismos asociados a las raíces de manglar en el tiempo y el espacio (García-Padilla

y Palacio, 2008; Dias-Alves y Sanchez-Uieda, 2008).


10.2.1 Estructura del bosque de manglar

Hacia el año de 1973 varios investigadores en el campo de la ecología de manglares iniciaron la búsqueda

de las variables más importantes para usar en caracterizaciones rápidas del ecosistema. A partir de estas

evaluaciones se seleccionaron parámetros sencillos, que tuvieran una buena relación costo-beneficio y

que fueran universalmente aplicables (Cintrón y Schaeffer, 1984)

Las variables seleccionadas han venido usándose desde entonces en las evaluaciones de los manglares de

todo el mundo y son: número de individuos categorizados por especie, diámetro a la altura del pecho

(DAP) y altura de los individuos evaluados. A partir de estos parámetros es posible establecer el área

basal, la densidad, el diámetro promedio cuadrático, la dominancia y la frecuencia. Estos atributos

determinados en áreas fijas y/o utilizando métodos de muestreo basados en distancia, proveen un punto

de partida para realizar variados análisis e interpretaciones a nivel de comunidad.

La selección de la técnica de muestreo más apropiada para determinar estos parámetros, depende de los

objetivos del proyecto, las facilidades en campo y el capital disponible. Las técnicas más comunes se

resumen en la (Tabla 10.2).

10.2.2 Fauna asociada al manglar

La epifauna de las raíces de mangle se constituye en un importante componente de estudio en las

comunidades bentónicas tropicales, debido a que es fácil de evaluar y presenta una alta diversidad de

especies de interés general. Su análisis puede llevarse a cabo por medio de métodos de muestreo

empleados en comunidades vegetales y poblaciones de animales sésiles. Una de las estimaciones más

empleadas es la cobertura, la cual no se encuentra sesgada por el tamaño ni por la distribución de los

individuos, debido a que permite comparar la abundancia de especies que tienen diversas formas de

crecimiento (Whittaker, 1975).

Para estimar algunas características básicas de la comunidad asociada a las raíces de mangle, como lo son

el número de especies y la cobertura de organismos, los métodos comúnmente empleados son: línea

intercepto, punto intercepto y cuadrantes de muestreo (Díaz et al., 1992; Ellison y Farnsworth, 1992;

Caicedo-Lara et al., 1992; Ellison et al., 1996; Guerra-Castro et al., 2011). El análisis de estos métodos

por parte de Díaz et al. (1992), les permitió establecer la exactitud y fiabilidad de manera práctica,

comparando las estimaciones detectadas del número de especies, de la cobertura, del esfuerzo de

muestreo y de algunas propiedades estadísticas de los tres métodos. A continuación se hace una breve

descripción de cada uno de ellos:

Línea intercepto (Canfield, 1941; Díaz et al., 1992; Álvarez, 1989): Consiste en una línea geométrica de

ancho cero, que puede representarse por una cinta métrica o una cuerda metrada. La longitud de la línea

interceptada por una especie, dividida por la longitud total de la línea de muestreo, permite estimar la

proporción del área cubierta por esa especie.

Punto intercepto (Greig-Smith, 1983; Díaz et al., 1992; Acosta et al., 2009): Este método implica el

inventario de las especies que interceptan las proyecciones de los puntos dispuestos encima del área que

va a ser muestreada.


197


Cuadrantes de muestreo (Díaz et al., 1992; Ramírez, 2006): Es uno de los métodos más utilizados.

Permite hacer una estimación precisa de los individuos y una estimación aproximada de las clases de

cobertura.


Las propiedades físicas y químicas del suelo y del agua tienen un impacto importante en el crecimiento, la

productividad y diversidad de los manglares (Boto y Welllington, 1984). Dentro de los parámetros

fisicoquímicos o abióticos más influyentes en las características del ecosistema se incluyen el flujo de la

marea, la salinidad del suelo, el clima, la disponibilidad de agua dulce y de nutrientes (Cuatrecasas, 1958).

Las variables abióticas tradicionalmente incluidas en evaluaciones de bosques de manglar debido a su

incidencia directa en el ecosistema y la facilidad de medición se describen a continuación:

• Nivel de agua

Los flujos de agua superficial e intersticial son factores importantes que afectan la productividad de los

humedales a través de su influencia en la acumulación y eliminación de cloruros, nutrientes y toxinas, la

hipersalinización, el potencial de óxido-reducción de los sedimentos, el pH y el contenido de humedad

en el suelo (Hughes et al., 1998). El conocimiento de la variación en el nivel freático o de inundación a

través del tiempo, permite entender la hidrodinámica de los humedales así como su hidroperiodo y su

influencia en las dinámicas del bosque.

Recomendaciones de medición: Después de realizar una perforación en una zona del suelo que no se

encuentre inundada y esperar a que éste drene, se mide la distancia entre la superficie del terreno y el

nivel del agua con el uso de una regla (cm), registrándose el valor como negativo. En las áreas en que se

encuentre inundado, se mide el nivel de agua sobre el nivel del suelo, en tal caso el valor asociado es

positivo.

198



Tabla 10.2. Metodologías comúnmente utilizadas para caracterizar la estructura de la vegetación del bosque de manglar.

Método Descripción y Generalidades Tipo Ventajas Desventajas Observaciones adicionales Referencias

Métodos de

Cuadrantes

o Parcelas

Temporales

Permanentes

Se utilizan generalmente en muestreos

rápidos de tipo exploratorio que se

inventarían una sola vez. La

información capturada obedece a

registros puntuales, para lo cual no se

necesita delimitar la unidad o marcar

los individuos para la evaluación.

Ampliamente usadas en estudios de

monitoreo a largo plazo. Permiten

determinar cambios en la composición

florística y estructura de los bosques a

través del tiempo. Son estadísticamente

más eficientes que las temporales.

Cuadradas

Rectangulares

(Transectos)

Circulares

Inversión económica baja.

Impacto dentro de la parcela

bajo: Información se puede

recolectar desde el exterior de

la unidad de muestreo.

Instalación fácil y rápida

Inversión económica baja.

Impacto dentro de la parcela

medio.

Instalación fácil y rápida.

Perímetro grande:

Precisión disminuye

a medida que la

parcela se alarga.

Tamaños frecuentes: 100 m 2 (10 x 10

m), 400 m 2 (20 x 20 m), 625 m 2 (25 x

25 ) y 2500 m 2 (50 x 50 m).

Variación: Método de los cuadrantes

alternos: Parcelas cuadradas con área

de 25 m 2 (5m X 5m), localizadas a lo

largo de una línea de base

perpendicular a la línea de costa.

Tamaños frecuentes: 2m de ancho y

50m de largo (área total 1.000 m2)

Tamaños frecuentes: 14 cm de

diámetro, 5- 12 m de diámetro.

Gadow et al. 1999; Melo

y Vargas, 2003; Cox,

1990; Sánchez-Páez et al.

2004 . Collins y Good,

1987.

Métodos

basados en

Transectos

Diagramas

de perfil

Utilizados para representar

bidimensionalmente la estructura

vertical de los bosques.

N.A

Permiten identificar fácilmente

la estratificación del bosque

El perfil solo

representa una

fracción del bosque.

Su construcción es

un proceso lento y

dispendioso.

El grado de complejidad y detalle de

los diagramas de perfil depende de la

disponibilidad de tiempo y recursos

Melo y Vargas, 2007.

Métodos

basados en

Distancia

Cuadrantes

centrados

en un punto

Permite el cálculo del número de

árboles por unidad de área a partir del

promedio de la distancia entre árboles.

Cuatro cuadrantes son establecidos

por el cruce de una línea perpendicular

a la línea de un transecto. La distancia

de los puntos de medición al árbol más

cercano en cada cuadrante es medida.

Las cuatro distancias son promediadas.

N.A

No se requiere delimitar zonas:

Reducción en tiempos y costos

Puede ayudar a determinar si las

plantas están creciendo en

patrones definidos o se

distribuyen al azar.

Si la densidad es

baja, puede ser un

método poco

práctico.

La precisión del método incrementa

con el número de puntos de

muestreo, se recomienda un mínimo

de 20 puntos.

Vorenberg, 1995;

Cintrón y Schaeffer,

1984


199


• Salinidad

Los manglares exhiben un amplio espectro de respuestas a la salinidad y reflejan un continuo fisiológico

de tolerancia, que implica una serie de adaptaciones en las plantas. Varios estudios han demostrado la

influencia de la salinidad en la zonación, la productividad, la regeneración natural, el vigor y en general, en

la dinámica y desarrollo del bosque (Hutchings y Saenger, 1987; Serrano-Díaz et al., 1995; Biber, 2006;

Proffitt y Travis, 2010). Además, la caracterización de la salinidad en una zona de manglar podría dar

indicios acerca de las posibles perturbaciones en el sistema.

Recomendaciones de medición: Se realiza la medición de la salinidad del agua superficial e intersticial

por medio de un electrodo combinado acoplado a un conductímetro portátil. La salinidad del agua

intersticial se toma a dos profundidades: 0,5 y 1,0 m. Para ello, se emplean dos tubos de PVC acoplados a

manera de jeringa, que se entierran en el suelo a las profundidades deseadas. Uno de los tubos presenta

en su extremo inferior una banda con orificios que permite el ingreso del agua intersticial y la posterior

medición de la salinidad (Figura .10.3).

Figura .10.3: Herramienta en PVC usada para medir salinidad (Tomado y modificado de Gamba-

Blanco et al, 2009).

• Temperatura

La temperatura del suelo influencia procesos biológicos y químicos en el suelo tales como la

descomposición y mineralización de la materia orgánica y la liberación de dióxido de carbono. La

temperatura además afecta el crecimiento de las plantas directamente, a través de su efecto en las

actividades fisiológicas, e indirectamente, a través de su efecto en la disponibilidad de nutrientes en el

suelo (Paul et al., 2004).

Recomendaciones de medición: La temperatura superficial e intersticial puede ser medida en una

solución de agua o agua/suelo con un termómetro directamente o una sonda multiparamétrica.

• pH

La lectura de pH se refiere a la concentración de iones hidrógeno activos (H+) presentes en la interfase

líquida del suelo, por la interacción de los componentes sólidos y líquidos (Fernández et al, 2006)

200



Algunos estudios han demostrado que la colonización, el asentamiento y el crecimiento de las especies

de mangle, pueden ser afectados por el pH (Wakushima et al, 1994).

Recomendaciones de medición: El grado de acidez o alcalinidad de un suelo es determinado por medio

de un electrodo de vidrio sobre un contenido de humedad específico o sobre una muestra de suelo-agua

superficial o intersticial.

• Conductividad eléctrica

La conductividad eléctrica (CE) es la capacidad de una solución acuosa para transportar una corriente

eléctrica. Es una propiedad de las soluciones, que se encuentra muy relacionada con el tipo de iones

presentes, sus concentraciones total y relativa, su movilidad, la temperatura del líquido y su contenido de

sólidos disueltos (Fernández et al., 2006) y por tanto es un indicador de la concentración de sales

disueltas en la solución del suelo. La CE adicionalmente, ha mostrado correlaciones con el contenido de

agua en el suelo, el contenido de materia orgánica, la textura del suelo y la salinidad (Morgan et al., 2000)

Recomendaciones de medición: La CE se mide con un conductímetro sobre una muestra de agua

superficial e intersticial. Los valores de CE se expresan en mS/m (mili Siemens por metro).


10.4.1 Fase de Planeación

Antes de ir a campo identifique el área de interés y defina el método para evaluar la vegetación que más

se ajuste a los objetivos del estudio, la facilidad presupuestal y de logística. Para iniciar puede realizar una

evaluación ecológica rápida, la cual puede producir resultados preliminares con un bajo nivel de fiabilidad;

no obstante dichos datos pueden usarse para decidir donde se necesitan evaluaciones de seguimiento

más detallas, si los recursos lo permiten (Ramsar, 2010).

Una evaluación detallada a través del tiempo puede obtenerse mediante el establecimiento de parcelas

permanentes si se quiere estudiar la vegetación. Para evaluar la fauna asociada al manglar también se

pueden implementar evaluaciones ecológicas rápidas, detallas o caracterizaciones de línea base. Estos tipos

de evaluaciones y sus respectivos métodos serán descritos en las siguientes secciones.

En cualquier caso, antes de iniciar cualquier tipo de evaluación en el ecosistema verifique que cuenta con

los elementos registrados en la Tabla 10.3.

Tabla 10.3. Lista de chequeo de equipos y materiales que deben disponerse para hacer una

evaluación ecológica en el ecosistema de manglar.

Componente

Equipo/material

Vegetación

Geoposicionador Satelital (GPS)

Brújula

Cámara fotográfica

Cintas diamétricas o cintas métricas

Clinómetro o Altímetro

Lápices, borrador

Formatos de campo


201


Componente

Equipo/material

Tablas acrílicas

Pintura fluorescente en aerosol

Machete con funda

Placas en aluminio talladas para identificar los individuos

Martillo y puntillas

Variables abióticas

Refractómetro o Conductímetro

Termómetro o Multiparámetro

Barreno

Tubos de salinidad (tubo acoplado de PVC)

Formatos de campo

Fauna asociada

Equipo de buceo básico (Careta, Snorkel)

Guías de identificación de especies

Formatos de campo

Elementos de protección personal

Overol

Botas

Gafas de seguridad

Guantes

Gorra

10.4.1.1 Evaluación ecológica rápida

Las evaluaciones ecológicas rápidas se definen como evaluaciones sinópticas, que a menudo se llevan a

cabo en calidad de urgente, en el menor tiempo posible, para producir resultados aplicables con un

propósito definido (Ramsar, 2010). La información que como mínimo debe tomarse en campo en este

tipo de evaluación se lista a continuación:

• Nombre del sitio

• Superficie y límites: tamaño y variación

• Ubicación: Coordenadas geográficas, vínculos con otros hábitats, región biogeográfica

• Clima

• Suelo: Estructura y color

• Variables fisicoquímicas: Nivel de inundación o freático, salinidad, pH, Temperatura,

conductividad eléctrica.

• Variables Bióticas: Zona y estructura de la vegetación, poblaciones animales y su distribución

202



Las características asociadas con superficie y límites pueden ser obtenidas previamente a través de mapas

topográficos o a través de imágenes de teledetección; la ubicación puede registrarla rápidamente a través

de un Geo posicionador Satelital (GPS) en campo. Para obtener detalles de cómo evaluar las variables

fisicoquímicas listadas, consulte la sección 7.3. Los métodos para evaluar las variables bióticas se

describen a continuación.

10.4.1.2 Evaluación ecológica detallada

Una vez efectuadas evaluaciones ecológicas rápidas, contando con presupuesto y tiempo se pueden

desarrollar evaluaciones ecológicas más detalladas, mediante el seguimiento y la evaluación en el tiempo

de forma periódica o continúa de algún componente de los manglares y sus recursos asociados

(Restrepo y Vivas, 2007).No olvide hacer la determinación tanto de variables fisicoquímicas o de

variables bióticas cada vez que regrese a su sitio de estudio.

10.4.2 FASE DE CAMPO

10.4.2.1 Componente de vegetación

Para este componente es necesario contar con un equipo de trabajo conformado por:

1). Un anotador, cuya función principal es la de orientar a los medidores dentro del área de muestreo y

registrar las observaciones que son tomadas por los medidores.

2). Un par de medidores como mínimo, quienes se encargan junto con el reconocedor de campo,

primero de levantar las parcelas de muestreo en el caso de requerirlo, de efectuar las mediciones de las

variables seleccionadas y dictarlas al anotador.

3). Un reconocedor de campo, persona local experta en el conocimiento de los sitios de muestreo y lo

nombres comunes de los árboles.

Independientemente del tipo de evaluación empleada (rápida o detallada), cada árbol dentro del área de

estudio debe ser identificado hasta el nivel de especie, además se debe registrar si se trata de una Rama

o de un Tronco principal. A cada individuo se le debe medir el Diámetro a la Altura del Pecho (DAP),

esto se realiza por convención a 1,3 m de la superficie, casos particulares que se pueden encontrar en

campo se ilustran en la Figura 10.4.

Además se debe establecer la altura del árbol la cual se puede obtener aproximadamente por estimación

visual de un experto o indirectamente si se cuenta con el instrumento, mediante un clinómetro o

hipsómetro cuya estimación está basada en la relación trigonométrica de ángulos rectos (Cintrón y

Schaeffer, 1984) (Figura 10.5)

Para la evaluación ecológica rápida de la estructura de la vegetación, conviene utilizar el método de

cuadrantes centrados en un punto (PCQM, por sus siglas en inglés, point centered quarter method),

descrito por Cottam y Curtis (1956). El método es uno de los más eficientes entre las técnicas de

medición de distancia. Permite determinar la densidad de las especies de mangle y sus atributos

estructurales, a partir del promedio de la distancia entre árboles, sin la necesidad de delimitarlos al

interior de una parcela, lo que permite que sea rápido y simple (Cintrón y Schaeffer, 1986; Mitchell,

2007). Este método se fundamenta en el establecimiento de puntos de muestreo a lo largo de un

transecto perpendicular a la costa o al cuerpo de agua principal, sobre los cuales se traza una línea

imaginaria formando una cruz que define cuatro cuadrantes centrados en un punto (Figura.10.6). En cada

cuadrante se mide la distancia en metros del árbol o fuste más cercano al punto central que tenga un

diámetro a la altura del pecho (DAP) mayor o igual a 2,5 cm. A cada árbol se le registra el DAP a 1,3 m

del suelo, la altura total y se determina la especie.


203


Figura 10.4. Medición del DAP en árboles con raíces tabulares o “zancudas”, árboles ramificados por

debajo de 1,3 m y en otras condiciones (Modificado de Dallmeier, 1992; Villarreal, 2006).

Figura 10.5 Medición de altura de los árboles (margen izquierdo) y forma de realizar los cálculos

para determinar la altura (margen derecho). Tomado de Phillips et al. IDEAM 2011.

204



Cuadrantes

Dirección del

transecto

Punto 3

n

II

Distancia Distancia

III

Punto 2

Punto 1

Figura.10.6. Método de cuadrantes centrados en un punto (PCQM). Se indican los puntos centrales

de muestreo (1, 2, 3, n) ubicados a lo largo de un transecto y, las distancias medidas entre el punto

central y el árbol más cercano en cada uno de los cuadrantes (I, II, III y IV). Modificado de Mitchell

(2007).

I

IV

Distancia entre los

puntos a lo largo del

transecto hasta

completar 20 puntos

Distancia

Árbol más

cercano

Cuerpo de agua principal

La distancia entre punto y punto del transecto debe ser lo suficientemente equidistante para asegurar

que ningún árbol del cuadrante del punto anterior sea registrado en el siguiente punto (Cintrón y

Schaeffer, 1984). El formato que debe llenarse para el registro de la información se muestra en la Figura

.10.7.

En las zonas que ameriten un estudio más detallado conforme a los nuevos objetivos derivados de los

resultados obtenidos de la evaluación ecológica rápida, se pueden establecer parcelas permanentes de

crecimiento (PPC). Una vez establecidas las zonas de monitoreo, se requiere definir el tipo, número y

dimensiones de las parcelas. Estas decisiones deben ser tomadas basadas la precisión requerida, los

costos de establecimiento y medición (Rügnitz et al., 2009).

Figura .10.7. Formato de campo para la toma de datos del Componente de Vegetación. Método de

los cuadrantes centrados en un punto (PCQM).


205


Tenga en cuenta que las parcelas pueden ser circulares o rectangulares y que el tamaño seleccionado

para las parcelas debe reflejar equilibrio entre la precisión deseada y el costo del muestreo. A mayor

densidad de árboles en el área se recomiendan parcelas de menor área; tenga en cuenta que cuanto

menor sea el tamaño de las parcelas, mayor será el número de réplicas necesarias para cumplir con el

error deseado (Rügnitz et al. 2009). Los tamaños más frecuentes según su forma se encuentran en la

Tabla 10.2.

Independiente del tipo de parcela, éstas se deben geo-referenciar con ayuda de un GPS (Global Position

System) preferiblemente en sistema de coordenadas WGS 84. Para el caso de las parcelas rectangulares

o cuadradas se debe tomar las coordenadas de un primer vértice seleccionado en forma aleatoria, los

demás vértices se ubican utilizando una brújula y una cinta métrica para medir las distancias entre

vértices (Restrepo y Vives, 2007). Es necesario marcar y señalizar las parcelas permanentes con el fin de

facilitar su localización en futuras mediciones (se recomienda hacer seguimiento a las parcelas mínimo

una vez al año). Para la marcación se sugiere disponer en los vértices de la parcela tubos de PVC o en su

defecto ramas quebradas encontradas en el mismo sitio, marcadas con pintura fluorescente. Para el caso

de las parcelas circulares, el centro de la parcela se demarca con un individuo o “árbol focal” marcado

con pintura fluorescente. La ubicación geográfica del punto central de la parcela debe tomarse con el

GPS. La parcela se delimita con el radio determinado para cada estudio.

Una vez las parcelas sean delimitadas y señalizadas, todos los arboles con un diámetro mayor a 2,5 cm

deben marcarse y asignárseles un código de identificación (ID). Para ello se recomienda marcar cada

individuo con pintura fosforescente de aceite resistente al agua (Figura .10.8), esto facilita la identificación

de los individuos que ya han sido medidos y permite tener un referente para efectuar posteriores

mediciones. El formato que debe llenarse para el registro de la información se muestra en la Figura.10.9.

No olvide registrar las variables fisicoquímicas (abióticas) en cada PPC, cada vez que efectué las

evaluaciones, esto le permitirá establecer relaciones y entender procesos de cambio en el ecosistema.

Figura .10.8. Individuo de Laguncularia racemosa. Se muestra un aro de pintura fosforescente

correspondiente a la zona donde se mide el DAP.

206



Figura.10.9. Formato de Campo para la toma de datos del componente de vegetación. Método de

las parcelas permanentes (PPC)

10.4.2.2 Componente de fauna asociada al manglar

Para el estudio de la fauna asociada a las raíces de mangle, el diseño de muestreo que se propone,

dependerá de los objetivos del Proyecto y del tipo de estudio que se vaya a realizar (estudio de línea

base, monitoreo y evaluación ecológica rápida). El método sugerido a continuación, es una técnica para

estimar la cobertura de la comunidad asociada a las raíces de mangle, conocido como punto intercepto.

La cobertura es frecuentemente utilizada para comparar la abundancia de especies de distintas formas de

crecimiento, ya que no está sesgada por el tamaño ni la distribución de los individuos (Whittaker, 1975).

La elección del método de punto intercepto con tamaño muestreal de 100 puntos, se basó en los

resultados y análisis que obtuvieron Díaz et al. (1992) al comparar tres métodos de muestreo, quienes

demostraron que esta técnica garantiza un mayor porcentaje de detección de especies y una menor

desviación en la cobertura, con un menor esfuerzo de muestreo.

En cada estación de estudio se ubicará un transecto de 100 m de longitud paralelo a la línea de ribera o

de costa, sobre el borde de la franja de manglar, que presente árboles de Rhizophora mangle. Sobre el

transecto se seleccionarán 20 raíces para un estudio de línea base (se muestrear en al menos dos épocas

climáticas: seca y lluvias), 15 raíces cuando se trate de un monitoreo y 10 raíces para una evaluación

ecológica rápida. Para la estimación del número de especies y cobertura de organismos de cada raíz de

mangle, se empleará el método de punto intercepto, que consiste en generar sobre cada una de las

raíces, 100 puntos aleatorios, para registrar e identificar las especies que se encuentren debajo de cada

punto. En caso de no poder identificarlas in situ, se realizará un registro fotográfico, se recolectarán y se

identificarán en laboratorio. Las consideraciones que se deben tener en cuenta al seleccionar las raíces

son las siguientes: que se encuentren sumergidas, pero no ancladas al sustrato, con el fin de evitar

evaluar aquellas devastadas por depredadores bentónicos (Farnsworth y Ellison, 1996) y, que tengan una

longitud mayor a 40 cm, para garantizar que sean raíces desarrolladas y que se encuentran colonizadas

(Díaz et al., 1992).


207


Las observaciones sobre cada raíz deben hacerse utilizando equipo básico de buceo y siguiendo los

siguientes criterios (Díaz et al., 1992):

• Sobre cada raíz, el límite de inicio del muestreo debe ser 10 cm por debajo de la marca de marea

alta.

• Se registran únicamente las especies animales sésiles y sedentarias

• Se anotan solamente las especies que ocupen el espacio primario de la raíz; el sobrelapamiento

no se considera.

Aparte de la fauna residente de los manglares, se pueden encontrar especies terrestres como aves y

monos, y marinas como peces y crustáceos que invaden el interior y la línea costera del bosque en

intervalos regulares (Sasekumar, 1984). Con el fin de recopilar información primaria sobre este tipo de

fauna, se deben realizar inventarios de las mismas, aplicando el método de Ecoraps o ERR (evaluaciones

ecológicas rápidas) (Sayre et al., 2002), por medio de recorridos alrededor y el interior del bosque,

formando una circunferencia por un tiempo determinado, iniciando y finalizando en el punto de acceso al

manglar.

Se debe dedicar especial esfuerzo al estudio de las aves, por ser uno de los grupos con mayor riqueza y

diversidad de especies en los manglares (Moreno-Bejarano y Álvarez-León, 2003), así como por la

facilidad de observarlas y registrarlas en el bosque, ya que anuncian su presencia con vocalizaciones

(Young et al., 2002). Los mamíferos, la herpetofauna y los peces de importancia serán inventariados por

medio de observaciones directas y de algunas evidencias en campo que pueden ayudar a reconocer su

presencia, como huellas, excrementos, sonidos, entre otros (Young et al., 2002).

10.4.2.3 Evaluación de impactos en el ecosistema de manglar

En la Figura 10.10 se presenta un esquema general de la metodología empleada en la evaluación de

impactos en el ecosistema de manglar.


A partir de la información obtenida en campo, es posible calcular parámetros estructurales en los

sistemas de bosques, los cuales muestran cambios rápidos luego de eventos de perturbación (Chazdon,

2003); hecho que permite conocer la condición actual del ecosistema y la respuesta de este a diferentes

eventos a través del tiempo. Los parámetros del bosque que pueden ser calculados a partir de la

determinación de DAP, conteo y categorización de individuos en las evaluaciones de la estructura del

bosque son descritos en la Tabla 10.4.

Con las variables fisicoquímicas se deben calcular valores promedio, máximos y mínimos para cada set de

datos obtenidos, esto permitirá establecer tendencias que podrían ayudar a explicar los datos bióticos

obtenidos. Con un análisis concienzudo de los datos obtenidos en estructura, fisicoquímicos y fauna

asociada al manglar con los métodos propuestos, es posible obtener un diagnóstico rápido del

ecosistema.

208



Figura 10.10 Metodología a seguir para el desarrollo de estudios de impacto ambiental en el

ecosistema de manglar.


209


Tabla 10.4 Parámetros estructurales de los bosques de manglar que se pueden calcular

Parámetro Interpretación Metodología Ecuación

Área basal de

cada especie

(AB)

Espacio real ocupado por

los troncos de cada especie.

Indica la dominancia de una

especie dentro del rodal y

Permite conocer el grado

de desarrollo de un bosque.

PCQM

PPC

AB (m2/0,1 ha) =

∑

2

⎛ π DAP

⎟ ⎞

⎜

i

⎝ 4 x10.000

⎠

x D(0,1 ha)

cccccccccccccccccccc cccccc eeeeeeeeeeeeee

AAAA(mm 2 ) = DDDDDD 2 (mm) × 0.00007854

AAAA(mm 2 ∗ haa −1 ) = AAAA(mm2 )

Árrrrrr(haa)

Densidad

absoluta (D)

Número de árboles por

unidad de área (ind/m 2 ). dm

es la distancia promedio de

todos los individuos, la cual

corresponde a la suma de

las distancias de los árboles

más cercanos en los

cuadrantes evaluados,

divido por el número total

de cuadrantes

PCQM

D(ind/m 2 ) =

D(0,1 ha) =

⎛

⎜

⎝

1

1

( dm)

⎟

⎠

⎞

2

dm x 1.000

2

Abundancia de individuos

por cada categoría

diamétrica o especies en el

área muestreada

PPC

∑ iiiiii. eeeeeeeeeeeeee ii

DD (IIIIII ∗ haa − 1) =

Árrrrrr tttttttttt (haa)

Densidad

relativa(Dr)

Proporción de una especie

en un ensamblaje de

mangle, respecto a otras

especies.

PCQM Dr =

⎛ Cuadrantes conespeciei ⎞

⎜

⎟

× 100

⎝ Númerototal decuadrantes ⎠

PPC

∑ iiiiii. eeeeeeeeeeeeee ii

dddd = (

tttttttttt iiiiii./Árrrrrr ) × 100

Abundancia

relativa

(AR)

Se refiere al porcentaje de

presencia de una especie en

un área determinada

respecto a la presencia de

todas las especies en la

misma área.

PCQM

PPC

AAAA =

#IIIIII.× EEEEEE.

# TTTTTTTTTT dddd IIIIII. × 100

Diámetro

promedio

cuadrático (Dq)

Representa el diámetro

equivalente del árbol de

área basal promedio.

PCQM

PPC

Dq (cm)=

AB

T

x12.732,39

D

(0,1 ha)

40000 × AAAA

DDDD (cccc) =

ππ × AAAA

210



Parámetro Interpretación Metodología Ecuación

Frecuencia

Absoluta

(FA)

Número de unidades de

muestreo en las que

aparece una especie.

⎛ Puntos de muestreo con especiei ⎞

PCQM FA (%)= ⎜

⎟ × 100

⎝ Total puntos de muestreo ⎠

PPC

FFFF(%) =

∑ pppppppppppppppp cccccc eeeeeeeeeeeeee ii

∑ pppppppppppppppp tttttttttt

× 100

Frecuencia

Relativa

(FR)

Se refiere a la relación

entre la frecuencia absoluta

de una especie y la

frecuencia absoluta de las

demás especies.

PCQM

PPC

FFFF (%) =

FFFF ii.

FFFF TTTTTTTTTT × 100

Índice de Valor

de Importancia

(IVI)

Evalúa la significancia

ecológica de cada especie

PCQM

PPC

IIIIII = AAAA% + FFFF% + DDDD%


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215


11 ANEXOS

Anexo 11.1. Formato para la captura de datos de campo en los muestreos ictioplanctónicos

FORMATO PARA LA CAPTURA DE DATOS DE CAMPO

COMPONENTE ICTIOPLANCTON

Nombre del Proyecto:

Responsable del muestreo:

Municipio/Departamento:

Tipo de red:

Tipo de ambiente: Tipo de arrastre: Hoja N°:

Estación E01 E02 E03 E04 E05 E06 E07 E08 E…(n)

Fecha

Hora

Profundidad de

la estación (m)

Profundidad de

arrastre (m)

Angulo de la

Guaya

Guaya lascada

Nubosidad

oleaje (marea)

Lectura inicial

Flujometro

Lectura final

Flujometro

Tiempo bajada

(m)

Tiempo

arrastre (m)

Tiempo subida

(m)

216


ANEXOS

Anexo 11.2. Rotulo propuesto para el etiquetado de muestras.


217


Anexo 11.3. Formato de laboratorio. Captura de datos sobre composición y abundancia de larvas y huevos de peces.

FORMATO DE LABORATORIO

CAPTURA DE DATOS COMPOSICIÓN Y ABUNDANCIA.

FT_CSC_ictio-01

Version 00

Proyecto: Componente: Tipo de arrastres:

Red/ojo de malla: N° estaciones: Ambiente:

Época de muestreo: Fecha inicio actividad: Fecha culminación:

Responsable de la actividad: Hoja N°

Estación Taxón Conteo División Folsom Total individuos

E01

E..(n)

218


ANEXOS

Anexo 11.4. Ejemplo de matriz biológica. Construcción basada en los datos de composición y densidad ictioplanctónica.

Phylum Subphylum Clase Subclase Orden Familias E01D E02D E03D E…(n)

Alguiliformes Ophichthidae 0 0 0 0

Albuliformes Notacanthidae 0 0 0 0

Engraulidae 2 0 0 0

Clupeiformes

Clupeidae 3 62 22 2

Gonostomatidae 0 0 0 0

Stomiiformes

Phosichthyidae 1 0 0 0

Melanostomiidae 0 0 0 0

Synodontidae 1 0 0 0

Aulopiformes

Paralepididae 0 0 0 0

Myctophiformes Myctophidae 76 8 7 12

Ophidiiformes Ophidiidae 0 0 0 0

Gadiformes Bregmacerotidae 4 0 0 0

Mugiliformes Mugilidae 0 0 2 0

Chordata Vertebrata Actinopterygii Neopterygii

Beryciformes Holocentridae 0 0 1 0

Scorpaenidae 1 3 0 2

Scorpaeniformes

Triglidae 1 0 0 0

Serranidae 0 0 0 0

Pricanthidae 2 0 0 0

Carangidae 20 8 3 8

Bramidae 0 0 0 0

Lutjanidae 7 0 1 0

Perciformes

Gerreidae 0 9 7 1

Sciaenidae 20 26 40 15

Pomacanthidae 0 0 0 0

Centropomidae 0 0 0 0

Chaetodontidae 0 1 0 0


219


Labridae 2 0 0 1

220


ANEXOS

Anexo 11.5. Formato de laboratorio Captura de datos biomasa volumétrica (red 300 µm), de arrastres ictioplanctónicos.


CAPTURA DE DATOS BIOMASA

VOLUMÉTRICA ARRASTRE (RED 300 µm).

FT-CSC_Ictio -02

Version 00




Responsable de la actividad:

Hoja N°:

Estación

Vol. Inicial de la

Probeta (mL)

Vol. Final después de filtrado

(mL)

Observaciones

Procedimiento

Llevar la muestra a un volumen

conocido (vi) en una probeta

“250ml”. Posteriormente realizar

filtración y medir el líquido obtenido

después de la filtración (vf). Por

diferencia de volúmenes se obtiene

el volumen de la muestra (vi-vf).


221


Anexo 11.6. Formato de laboratorio. Captura de datos biomasa húmeda (red 300 µm), de arrastres ictioplanctónicos.


CAPTURA DE DATOS BIOMASA HÚMEDA

ARRASTRE (RED 300 µm).

FT-CSC_Ictio-03

Version 00




Responsable de la actividad:

Hoja N°:

Estación

W filtro seco (g)

W filtro +muestra húmeda (g)

W1 W2 W3 W1 W2 W3

Observaciones

Procedimiento

Tomar la muestra contenida en una

probeta con volumen conocido y pasarla

sobre un filtro previamente tratado y

pesado (wi) (secado a 105 °C por 30 min,

reposado y pesado), utilizando un equipo

de filtración. Tratar de sacar el mayor

liquido posible de la muestra para luego

pesar (wf) y por diferencia de peso

obtener la biomasa húmeda (wf-wi)

222


ANEXOS

Anexo 11.7. Matriz biomasas. Construcción basada en los datos obtenidos en laboratorio de la biomasa volumétrica y gravimétrica.

Estación Biomasa volumétrica (mL. m -3 ) Biomasa húmeda (g. 100 m -3 )

E01 0,17 10,22

E02 0,04 1,76

E03 0,06 3,84

E04 0,07 3,59

E…(n) 0,05 9,28


223


Anexo 11.8. Relación entre el ángulo de inclinación de la guaya y la profundidad a la cual se desea

tomar la muestra

224


ANEXOS

Anexo 11.9. Bitácora de campo para muestreos biológico

Fecha:

" NOMBRE PROYECTO " Buque NOMBRE

Estación:

Colector de datos:

Tipo de fondo:

Método

WP

Inicial

Final

Hora recolecta

Latitud Longitud Latitud Longitud Inicial Final

Profundidad

(m)

Observación

Zooplancton (red)

Fitoplancton (red)

CTDO (roseta)

Fitoplancton (botella)

Box Corer

Draga

Red de arrastre

Red Agassiz

Dirección viento

Velocidad viento

Estado del mar

Observación general:

Datos de la estación

Observación ecosonda:

Observación registro fotográfico:


225


Anexo 11.10 Especies de pastos marinos reportadas para Colombia.

Fotografia de la especie Esquema de la especie Observaciones

Especie:

testudinum.

Thalassia

Tamaño: 3 cm ->70 cm

Características: Hojas

verdes planas y

rectangulares con la

punta roma

Rizoma delgado con

hojas entre nodos

Especie:

filiforme.

Syringodium

Tamaño: Hojas entre 10

cm > 60cm


verdes cilíndricas con

punta cónica

Especie: Halodule wrightii.

Tamaño: 2 cm > 15 cm


verdes planas y delgadas.

Punta de las hojas con 2

a 3 puntas. Rizoma de

color blanquecino.

226


ANEXOS

Fotografia de la especie Esquema de la especie Observaciones

Especie:

decipiens.

Halophila

Tamaño: 1 cm- >3 cm


verdes alargadas con

forma de remo y

márgenes aserrados.

Rizoma de color

blanquecino.

Especie:

baillonis.

Tamaño: 2-3 cm

Halophila

Características: 4-5 hojas

verdes redondeadas con

peciolo largo, en

ramillete sobre un tallo.

Márgenes de la hoja

aserrados.

Especie: Ruppia marítima.

Tamaño: Hojas verdes

delgadas con la punta

gradualmente de forma

cónica a puntuda. Flores

y frutos sobre ramas

erectas.


227


Anexo 11.11 Formato estándar de toma de datos para las características estructurales.

228


ANEXOS

Anexo 11.12 Imagen de la escala de cobertura de fanerógamas marinas empleada en el monitoreo

de SeagrassNet


229

Manual de Métodos

Anexo 11.13. Planilla para toma de información en campo

230


Manual de métodos de ecosistemas marinos y costeros con miras a establecer impactos ambientales

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