Presentación en cartel - VIII Reunión de SOMA - Universidad ...

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VIII Reunión de la Sociedad Mexicana de Astrobiología Cuernavaca, Morelos. 24 de agosto de 2012 106 un mayor volumen de agua, también se tomaron 10 muestras de agua y sedimento húmedo en frascos (FALCON) de plástico de 50 ml. Las muestras se transportaron selladas herméticamente en una hielera hasta el Laboratorio de Genética Molecular y Ecología Evolutiva de la Facultad de Ciencias Naturales en la Universidad Autónoma de Querétaro. En el laboratorio se almacenaron a 4°C hasta que fueron procesadas las muestras. Se midieron datos fisicoquímicos del agua en el lugar de muestreo como pH, salinidad, temperatura, entre otros, solo se midieron los datos fisicoquímicos de dos charcas, una que presentaba el mayor volumen de agua y la otra donde las charcas estaban en un severo proceso de desecación (ver Tabla 1). De cada una de las 13 muestras se extrajo el ADN total. El protocolo de extracción de ADN se modifico con base al utilizado por Mwirichia et al. [7], en el cual se usó una solución de lisis (10 mM Tris pH 8.5 + 5 mM EDTA pH 8.0 + 1% SDS (10%) + 10 µl Proteinasa K 20 mg/ml) y una solución concentrada de sales (6 M NaCl). El protocolo consiste en tomar 250 µl de cada muestra en tubos para microcentrífuga de 1.5 µl y agregarle 750 µl de la solución de lisis, se incuban las muestras durante 1 hora a 58 °C y después se agregan 300 µl de la solución concentrada de sales y se centrifugan a 13,000 rpm durante 30 minutos, el sobrenadante se transfiere a tubos nuevos y se le agregan 750 µl de isopropanol, después se incuba a -20 °C por 1 hora y enseguida se centrifuga a 13,000 rpm por 20 minutos, el sobrenadante se retira cuidadosamente para no extraer el pellet de ADN, posteriormente al tubo con el pellet de ADN se le agregan 200 µl de etanol al 70% y se centrifuga a 13,000 rpm durante 2 minutos, por último se retira el sobrenadante y se resuspende el pellet en 50-100 µl de agua destilada estéril y se refrigera a 4°C. El material genético obtenido se amplificó mediante una PCR (Reacción en Cadena de la Polimerasa) utilizando genes universales ribosomales (ver Tabla 2). Se siguió el protocolo para PCR de HotStarTaq Plus Master Mix (Qiagen). Por último los productos de PCR se visualizarán en electroforesis en gel de agarosa al 1% utilizando como marcador fluorescente bromuro de etidio. Resultados Se obtuvieron resultados positivos en la prueba de electroforesis en gel de agarosa al 1% de las trece muestras para Bacteria, Arquea y Eucaria (ver Fig. 2). Perspectivas 1. Caracterizar molecularmente la diversidad microbiana del lago y de los estromatolitos. 2. Establecer relaciones evolutivas entre los principales grupos taxonómicos de microorganismos. 3. Establecer las bases sobre la importancia del estudio de ambientes similares a los de Rincón de Parangueo para entender la evolución temprana de la vida en la Tierra y la posible existencia de vida en otros planetas con condiciones parecidas a las de Rincón de Parangueo. Referencias [1] Jiménez B., Marín L., Morán D., Escolero Ó., Alcocer J., Martínez V. El Agua en México vista desde la Academia. (Edición Digital, Academia Mexicana de Ciencias, 2005), 405 pp. [2] Aranda-Gómez J., Levresse G., Pacheco J., Ramos-Leal J., Carrasco-Núñez G., Chacón-Baca E., González-Naranjo G., Chávez-Cabello G., Vega-González M., Origel G. y Noyola-Medrano C. Eighth International Symposium on Land Subsidence. Querétaro, México, 2010. [3] Aguilera, L. I. Colegio de Postgraduados (1991). [4] Chacón-Baca E., Berrendero E., Montejo G., Malda J., Sánchez-Ramos M. Are cyanobacterial mats precursors of stromatolites? 2009. 26 pp.
VIII Reunión de la Sociedad Mexicana de Astrobiología Cuernavaca, Morelos. 24 de agosto de 2012 107 [5] Souza V., Espinosa-Asuar L., Escalante A., Eguiarte L., Farmer J., Forney L., Lloret L., Rodríguez-Martínez J., Soberó X., Dirzo R., Elser J. PNAS. Vol. 103, no 17. 6565–6570 (2006). [6] Mormile R., Hong B., Benison K. ASTROBIOLOGY. Vol. 9, no. 10, 919-930 (2009). [7] Mwirichia R., Coustin S., muigai A., Boga H., Stackebrandt E. Curr Microbiol. 1-13 (2010). [8] Gugliandolo C., Lentini V., Maugeri T. Curr Microbiol. 1-8 (2010). [9] Zeng J., Yang H. y Lou K. Journal of Basic Microbiology, 50, 484-493 (2010) [10] Dawson S. C. y Pace N. R. PNAS. Vol. 99, no. 12, 8324-8329 (2002). Figuras Figura 1. En las fotografías de la izquierda y el centro se aprecian las charcas en proceso de desecación, y en la de la derecha una vista panorámica del lago en el cráter. Fotografías del autor. Figura 2. Resultados de electroforesis en gel de agarosa al 1% para cada uno de los 4 pares de oligonucleótidos. Dentro de cada imagen la primera banda muestra la escalera control de 1 kb y las siguientes bandas muestran los resultados correspondientes para cada una de las 13 muestras donde se extrajo ADN. De izquierda a derecha: bacterias, arqueas y las dos últimas eucarias. Tabla 1. Datos fisicoquímicos del lugar de muestreo y un registro de agua potable de la llave. pH T amb °C T agua °C mbar mS/cm tds ppt sal. ORP DO% Domg/l Lago 9.4 29 25.91 833.6 124.5 62.23 70 -150 69.3 2.34 Charco 9.93 29 26.09 832.8 140.4 70.13 70 -124 8.3 0.3 Agua llave 7 24 23.85 810.3 967 484 0.52 159.1 26.2 1.76
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