cultivo del rotífero brachionus sp. y copepodos nativos en ... - Imarpe

DIRECCIÓN GENERAL DE INVESTIGACIONES EN ACUICULTURA,GESTIÓN COSTERA Y AGUAS CONTINENTALESUNIDAD DE INVESTIGACIONES EN ACUICULTURACULTIVO DEL ROTIFERO Brachionus sp. y COPEPODOS NATIVOS ENAMBIENTE CONTROLADOINFORME TÉCNICO ANUALROSARIO CISNEROSMARCO DE LA CRUZContacto: vyepez@imarpe.gob.pe2007

1. INTRODUCCIONEl alimento vivo (fitoplancton y zooplancton) es esencial durante el desarrollo larvariode peces, crustáceos y moluscos. En la actualidad la investigación orientada hacia losmicroorganismos como fuente de alimentación está en pleno desarrollo. En países comoJapón, donde se práctica con éxito la maricultura, los cultivos masivos de microalgas,rotíferos, copépodos y cladóceros son la base de la producción comercial (FAO 1989).Es bien conocido que en el ambiente, la supervivencia de las larvas presenta altasfluctuaciones, debido a múltiples factores que provocan valores de supervivencia desde10% hasta 0.1% (Hempel, 1979 citado por Castro Barrera et al., 2003). Estos factores sepueden dividir en: 1) factores externos y 2) factores internos. 1) Los factores externos sepueden subdividir en dos grupos: a) los físicos, como la temperatura, la iluminación, elflujo de agua, corrientes, etc., y b) los químicos, como el oxigeno disuelto, el amonio, lasalinidad, el pH, etc., que pueden ser considerados algunos de los mas limitantes para lasupervivencia y crecimiento. 2) en el caso de factores internos, pueden ser subdivididosen cuatro tipos: a) los genéticos, los cuales son conferidos por los padres a través delmaterial heredado, b) los etológicos, que se relacionan directamente con elcomportamiento alimenticio y procesos de escape para evitar ser capturada, c) losbiológicos, donde la competencia y depredación rigen su supervivencia , y d) losnutricionales, los cuales conferirán a las larvas la energía necesaria para mantener sumetabolismo, crecer y asegurar su supervivencia. (Castro Barrera et al., 2003)Los criaderos de peces y crustáceos marinos, necesitan cultivar zooplancton paraadicionárselo a las larvas. Estas larvas no terminan de formar su sistema digestivo hastaunos días después de nacidas, y su capacidad de digestión es bastante limitada. Lomismo ocurre con su agudeza visual, prestando atención (sobre todo en caso de lospeces) solamente a objetos en movimiento. Debido a estas y otras razones, las larvashan de comenzar su alimentación en base a presas vivas, es decir, a zooplancton. Engeneral, hasta que los peces no comienzan a realizar la metamorfosis, no son capaces deingerir y digerir adecuadamente gránulos de pienso. Las especies de zooplancton quemejor se adaptan a su cultivo intensivo, son el rotífero y la Artemia. También se hanintentado cultivar otras especies como copépodos y ciliados, pero los logros distanmucho de los conseguidos con los primeros (Ortega, 1991).El alimento vivo tiene cualidades que no tiene un alimento inerte, como es elmovimiento, que estimula ser atrapado por el depredador; el color, que es atractivo parasu captura; la calidad nutritiva ya que, los organismos que se aprovechan como alimentoy que se cultivan, contienen la cantidad y la calidad de nutrimentos indispensables parael adecuado crecimiento de las especies en el agua. Por otra parte, el alimento vivo tienela cualidad de no afectar la calidad del agua, debido a que este es consumido antes deque llegue al fondo, sin causar ningún tipo de descomposición, a diferencia del alimentoinerte, que si no tiene buena flotabilidad, (o sea que permanezca por un períodoconsiderable en la superficie) se irá al fondo, donde se descompone y afecta al medio,causando a veces una mortalidad total en el estanque. (Castro Barrera et al., 2003)No debemos olvidar que el origen de muchos de los mas estruendosos fracasos en esosintentos no está tanto en la carencia de una dieta adecuadamente formulada desde elpunto de vista energético y nutritivo, como, en una incorrecta presentación física del

alimento, un desconocimiento de los ciclos saciedad-apetito de la especie en cuestión,un inadecuado dispositivo de dispensación del mismo, la carencia/exceso de factoresatrayentes/repelentes en la mezcla alimentaria (Cuenca & Garcia, 1989)La idea de producción del alimento vivo surge como respuesta a la necesidad de simularla alimentación en condiciones naturales de las larvas de peces obtenidas en hatchery, lamisma que en el tiempo ha ido consolidándose como la mejor opción por factorespropios de cultivo.En la trama trófica del mar los copépodos son el principal nexo entre los productoresprimarios del pélagos y los consumidores secundarios. Visto de otra manera, más del90% de la energía radiante en el mar es fijada por las microalgas y los principalesconsumidores primarios son los copépodos (Raymont, 1963). Estos diminutoscrustáceos constituyen más del 70% de los componentes del zooplancton de todos losmares, salvo contadas excepciones. Estas características les significa estar en la dieta dela mayoría de los depredadores, entre los cuales se cuentan las especies que constituyenrecursos cultivables, como peces y crustáceos (Gee, 1987).Los copépodos son muy apropiados para la alimentación larvaria de peces marinosdebido a su elevado contenido en ácidos grasos polinsaturados, pero su cultivo esbastante difícil, realizándose en muy pocos criaderos. En general existen tres grandesgrupos de copépodos susceptibles de cultivo: a) Calanoides, b) Harpacticoides y c)Ciclopoides (Ortega, 1991)MATERIAL Y METODOSROTIFEROSEl agua para el cultivo de rotíferos pasó tratamientos de filtrado y esterilización segúnsu destino de uso, siendo: para el trabajo de aislamiento y mantenimiento de cepas, aguafiltrada 0,45 µ, y esterilizada físicamente mediante calor (100ºC x 15 min) realizado enbotellas de vidrio (2 litros) con tapa de papel aluminio; y para el trabajo en cultivoinicial, intermedio y masivo (se utilizó agua de mar filtrada a 1 µ, la cual fuealmacenada en un tanque de fibra de vidrio (0,5 m 3 ) colocándosele aireación moderaday constante suministrada través de una manguera transparente de 3/16” Ø, y una piedradifusora. La renovación del agua almacenada se realizó cada dos días como máximo.El almacenamiento independiente de su recipiente estuvo bajo condiciones especiales,para el caso del agua para el aislamiento y mantenimiento de cepas se mantuvo bajooscuridad, mientras que aquella a usar en el cultivo inicial e intermedio se mantuvo enambiente iluminado, ambos estuvieron a temperatura ambiente.Colecta y AislamientoLas muestras fueron tomadas de la laguna “La Encantada” que está ubicada en LasSalinas – Chilca, perteneciente al distrito de Chilca en el departamento de Lima a 65 kmal sur de Lima.La muestra pasó por captación del medio natural realizado con ayuda de un calcalpequeño con tamaño de malla de 53 µ y colocada en baldes plásticos de 4 litros,

traslado, recepción de muestras, adaptación, limpieza, purificación y aislamiento decepas.El mantenimiento del stock comprendió: la preservación de la cepa aislada y lapreservación del monocultivo.La obtención de cepas se realizó a través de aislamiento de 20 rotíferos colocados envasos de precipitado(3) con 40 ml de agua de mar (35 ppm de salinidad) filtrada yesterilizada por triplicado a la cual se le adicionó como alimento algas unicelulares(Nannochloris sp.), luego de una semana se filtró la suspensión del cultivo, seenjuagaron los rotíferos en una malla de 53 micras y se trasvasó a vasos de precipitado(3) de 500 ml conteniendo agua de mar filtrada y esterilizada (350 ml) y nuevamente sele adicionó como alimento microalga Nannochloris sp., se mantuvo las cepas en unambiente semicontrolado con temperatura ambiente e iluminación artificial.El potenciamiento de las cepas se realizó bajo el mismo procedimiento señaladoanteriormente partiendo con densidades de 4 a 25 rot.ml -1 .Cultivo inicialSe realizó el trasvase de cepas a baldes plásticos (4 litros) conteniendo 2 litros de aguade mar, se inocularon los rotíferos a una densidad de 8 a 45 rot.ml -1 .Los trabajos de desdoble se realizaron con un tamiz de 40 µ de base y uno de 245 µ conel cual se filtraron las partículas grandes y que constituían restos de fondo existente enlos baldes de cultivo, se alcanzó densidades de 15 a 103 rot.ml -1 , con lo cual se inició elcultivo intermedio en baldes plásticos de 10 litros.Cultivo intermedioEn baldes de plásticos de 10 litros se inocularon los rotíferos procedentes del cultivoinicial a una densidad de 12 a 22 rot.ml -1 .Los desdobles se realizaron con ayuda de un tamiz de base de 40 µ y uno de 245 µ conel cual se filtraron partículas procedentes del fondo o suspensión del balde.Cultivo masivoSe realizó en tanques de fibra de vidrio de 0,1 m 3 y 0,3 m 3 , partiendo en ambos tanquescon una densidad inicial de 38 rot.ml -1 .Los rotíferos fueron sembrados para el tanque de 0,1 m 3 , en 90 litros de medio decultivo y alimentados con levadura de panificación, no se le practicó renovacionesparciales de agua.El cultivo inicial, intermedio y masivo, se mantuvo con temperatura ambiente, luzartificial y aireación moderada pero constante.Como alimento para el cultivo inicial, intermedio y masivo se suministró Nannochlorissp. (botellas de 4 litros), y los mililitros a dar estuvieron determinados por laconcentración de células por ml así como por la fecha de inoculación de la microalga.

Los rotíferos fueron sembrados para el tanque de 0,3 m 3 , en 250 litros de medio decultivo y alimentados con levadura de panificación, no se le practicó renovacionesparciales de agua y su cosecha fue total pasada la obtención de la densidad máximaalcanzada.La determinación de la densidad se realizó a través de conteos diarios en la cámara deconteo SEDGEWICK RAFTER de medidas 50 mm x 20 mm x 1 mm, con capacidad de1 ml de muestra la cual va fijada con 3 gotas de una solución de lugol, realizándose elconteo en un estereoscopio.Durante las diferentes etapas de cultivo a excepción del cultivo masivo, se registró lapresencia de la diatomea Skeletonema sp, formando una sustancia mucilaginosa en losbordes y fondo de los recipientes y que trajo como primera consecuencia la disminucióndrástica de la densidad de rot.ml -1 provocando así una caída del cultivo. Frente a esteproblema se realizaron acciones como: (1) dejar decantar el medio de cultivo en losbaldes quitando la aireación por períodos cortos y rescatando después la suspensión delcultivo, (2) variar condiciones de cultivo tales como la iluminación y por ende latemperatura, rescatando también la suspensión. La recuperación resulto en algunoscasos eficaces y en otros no, a la par se fue recuperando el cultivo con lo producido enlas cepas y también con nuevas colectas del medio natural acelerando así larecuperación de la producción.Análisis de datosDeterminación de densidad absoluta (d.a), constante de crecimiento (K) yrendimiento poblacional (R) del rotífero Brachionus sp.Tasa instantánea de crecimiento (K), se aplicó la siguiente formula:(Yufera y Pascual, 1980)K= ln Nt – ln No / T 1 – T 0Donde:ln = logaritmo naturalNt =Numero de individuos en el tiempo tNo =Numero inicial de individuosT 1 - T 0 =Tiempo en díasRendimiento poblacional (R), según Verginelli et al. 1994 (Carrera, 1999)R= N2 – N1/ T 2 – T 1Donde:N1 =densidad al día 1N2 =densidad al día 2T 2 – T 1 =intervalo considerado

COPEPODOSCaracterísticas del medio de cultivoSe utilizó agua de mar filtrada a 1µ, salinidad de 35 ppm, la cual fue almacenada en untanque de fibra de vidrio (0.5 m 3 ) con aireación constante suministrada través de unamanguera transparente de 3/16” y una piedra difusora, se mantuvo bajo condiciones deluz y temperatura acorde al cultivo (21 – 24 ºC). La renovación total del aguaalmacenada se realizó cada dos días.Obtención y mantenimiento de stockLa muestra constituida básicamente por nauplios fue obtenida y colectada de la laguna“La Mellizera” en las salinas Chilca, en el distrito de Chilca, provincia de Cañete en eldepartamento de Lima. Dicha laguna se encuentra a 65 km al sur de Lima. La toma fueindirecta ya que al obtener rotíferos del medio natural se encontró y extrajo tambiénnauplios de copépodos y hasta adultos ovados.La muestra fue extraída con ayuda de una malla de 53 micras y trasladada en baldesplásticos de 10 litros de capacidad, cerrados herméticamente previamente rotulados yllevado al laboratorio para su adaptación, limpieza y posterior cultivo.La etapa de adaptación se realiza a través del: acondicionamiento de los copépodos a lascondiciones de cultivo en el laboratorio (salinidad, temperatura y alimentación)AdaptaciónConsiste en la división de las muestras en un mayor número de recipientes a fin deadicionar poco a poco cantidades de agua de mar filtrada, disminuyendo así la densidady adaptando a las especies a la salinidad de 35 ppm con la que se trabajará a lo largo desu cultivo, luego se realizó el lavado de las mismas en envases plástico con tamiz basede tamaño de malla 145 µ para separar adultos de nauplios.La purificación y aislamiento de cepas se realizó a través de tamizado en mallas de 53 µaprovechando la superioridad en talla frente a los rotíferos, lo que no descarta queexistieron días en que se mantuvo a ambas especies dentro del sistema de cultivo de losrotíferos aunque en un numero reducido de envases, esto debido a que en estadiosiniciales los copépodos pueden medir igual que los rotíferos adultos y hasta menos.AislamientoLa selección de las cepas se realizó a través de pipeteo y al estereoscopio, esta consistióen seleccionar hembras ovadas, las mismas que fueron colocadas en numero conocidoen vasos de precipitado de 500 ml con agua de mar filtrada y esterilizada (0.45 micras)y se les suministró la microalga Nannochloris sp en concentración y volumen conocido,se rotuló y almacenó en una incubadora a temperatura constante (18 ºC). Los cambiosde agua se realizaron cada 3 días por el consumo rápido del alimento y la producción deexcretas por los mismos.Los copépodos obtenidos del medio natural, luego de pasar por las etapas deacondicionamiento, lavado y purificación fueron colocados en envases de capacidadconocido plásticos (10 litros) con agua filtrada a 1 micra, en un volumen de 5 litros con250 mL/ día (microalgas), registrándose densidades poblacionales y tallas existentes.

Al finalizar la sexta semana las densidades de cultivo fueron disminuyendo hasta lamortalidad total pudiéndose deber a la escasez de alimento o a las condiciones decultivo ya que estas permanecieron en ambientes con temperaturas superiores a 24 ºC.Las cepas mantenidas en una incubadora a 18 ºC se mantuvieron mejor y con mayorprolongación en días de cultivo.Supervivencia de copépodos en cultivo mixto con el rotífero Brachionus sp.Se mantuvieron copépodos y rotíferos en baldes plásticos (10 litros) por triplicado con 4litros de agua de mar filtrada a 1 µ, las densidades iniciales de cultivo fueron de 8, 12,10 y 53, 56, 58 individuos por mililitro para rotíferos y copépodos consecutivamente. Elalimento suministrado fue la microalga Nannochloris sp. cuya adición diaria fue de 250ml. Se realizaron conteos diarios y se mantuvieron los envases en un ambiente contemperatura semicontrolada, iluminación y aireación constante.RESULTADOSEn la Tabla 1 se muestra los valores de temperatura registrados en el mantenimiento delas cepas del rotífero Brachionus sp, en los cuales se observa un promedio de 25,2 ºC .En la Tabla 2, se muestra los valores de temperatura registrados en el cultivo inicial eintermedio del rotífero Brachionus sp, en los cuales se observa un promedio de 24,3 ºC.En la Tabla 3, se muestra los valores correspondientes a las tallas unitarias de losrotíferos Brachionus sp, procedente de Chilca, laguna “La Encantada”, obtenidos delmedio natural el 21/09/07, observándose tallas promedio de 189 µ (longitud de lórica)máximas de 210 µ y mínimas de 120 µ.En la Tabla 4, se muestra los valores correspondientes a las tallas unitarias de losrotíferos Brachionus sp, procedente de Chilca, laguna “La Encantada”, obtenidos delmedio natural el 24/10/07, observándose tallas promedio de 167 µ (longitud de lórica)máximas de 200 µ y mínimas de 110 µ.En la Tabla 5, se muestra los valores de densidad en el mantenimiento de las cepas derotíferos Brachionus sp, observando densidades de siembra que van desde los 4 hastalos 25 rot.ml- 1 alcanzando densidades de 19 hasta 96 rot.ml- 1 , en períodos de 2 a 8 díasde cultivo.En la Tabla 6, se muestra los valores de densidad en el cultivo inicial de rotíferosBrachionus sp, observando densidades de siembra que van desde los 8 hasta los 45rot.ml- 1 alcanzando densidades de 14 hasta 103 rot.ml- 1 , en un período de 7 días decultivo.En la Tabla 7, se muestra los valores de densidad en el cultivo intermedio de rotíferosBrachionus sp, observando densidades de siembra que van desde los 7 hasta los 52rot.ml- 1 alcanzando densidades de 14 hasta 172 rot.ml- 1 , en un período de 7 días decultivo.En la Tabla 8, se muestran los valores de densidad en el cultivo masivo de rotíferosBrachionus sp, en un volumen de 100 litros, con densidad de siembra de 38 rot.ml- 1alcanzando la densidad absoluta de 170 rot.ml- 1 en un período de 11 días.

En la Tabla 9, se muestra los valores de densidad en el cultivo masivo de rotíferosBrachionus sp, en un volumen de 250 litros, con densidad de siembra de 38 rot.ml- 1alcanzando la densidad absoluta de 90 rot.ml- 1 en un período de 5 días.En la Tabla 10, se muestra los resultados de la constante de crecimiento de crecimiento(K), rendimiento poblacional (R) obtenidos en el mantenimiento de las cepas, losvalores mínimos fueron 0,10 y 2,0 mientras que los máximos 0,28 y 12,3 para (K) y ( R)respectivamente.En la Tabla 11, se muestra los resultados de la constante de crecimiento de crecimiento(K), rendimiento poblacional (R) obtenidos en el cultivo inicial, los valores mínimosfueron 0,23 y 3,5 mientras que los máximos 0,68 y 30,0 para (K) y (R) respectivamente.En la Tabla 12, se muestra los resultados de la constante de crecimiento de crecimiento(K), rendimiento poblacional (R) obtenidos en el cultivo intermedio, los valoresmínimos fueron 0,25 y 3,0 mientras que los máximos 0,90 y 75,0 para (K) y (R)respectivamente.En la Tabla 13, se muestra los resultados obtenidos del crecimiento poblacional delrotífero Brachionus sp, mantenidos en una incubadora a temperatura constante, siniluminación ni aireación y con la adición diaria de alimento algal Nannochloris sp.partiendo de una densidad promedio de 37 rot.ml -1 , alcanzando un densidad absolutahacia el día 8 de cultivo con 202 rot.ml -1 .En la Tabla 14, se muestra los resultados de los conteos correspondientes a la densidaden el cultivo mixto de copépodos con el rotífero Brachionus sp. mantenidos en baldesplásticos (4 L), observándose una relación de reducción-incremento poblacionalinversamente proporcional entre copépodos y rotíferos respectivamente, observándosela disminución de la densidad de los copépodos de 58 ind/ml hasta la desaparición delmismo. Simultáneamente los rotíferos muestran un rendimiento poblacional (R) de 3,16en los diez días de cultivo, el cultivo se desarrolló en ambiente con temperaturapromedio de 23,8 ºC, iluminación artificial y aireación constante.En la Figura 1 se observa la densidad inicial o de siembra y la densidad absolutaobtenida en el mantenimiento de cepas del rotífero Brachionus sp, en un volumen de500 ml, ambiente con temperatura ambiental e iluminación artificial.En la Figura 2 se observa la densidad inicial o de siembra y la densidad absolutaobtenida en el cultivo inicial del rotífero Brachionus sp, en un volumen de 4 L,ambiente con temperatura ambiental, iluminación artificial y aireación constante.En la Figura 3 se observa y detalla la densidad inicial o de siembra y la densidadabsoluta obtenida en el cultivo intermedio del rotífero Brachionus sp, en un volumen de10 L, ambiente con temperatura ambiental, iluminación artificial y aireación constante.En la Figura 4 se observa los resultados obtenidos del crecimiento poblacional delrotífero Brachionus sp, mantenidos en una incubadora en un volumen de 4 L, atemperatura constante, sin iluminación ni aireación.

En la Figura 5 se observa el crecimiento poblacional en cultivo mixto de copépodoscon el rotífero Brachionus sp., en volumen de 10 L, a temperatura ambiente,iluminación y aireación constante.En la Figura 6 se observa la talla de lórica, corona, y huevos del rotífero Brachionus sp.,con un aumento de 10 x.DISCUSIÓNLos datos registrados de tallas unitarias del rotífero Brachionus sp. procedentes de lalaguna “La Encantada” y que muestran promedios de 189 micras y 167 micras para lastomas de muestras realizadas el 21/09/07 y 24/10/07, indicarían según IMARPE (1997)que podría tratarse del rotífero Brachionus plicatilis, línea S, ya que este señala quepertenece a esta especie si la talla de la lorica oscila entre los 100 a 210 micras, ypertenece a la línea “L” si el tamaño de lórica oscila entre los 130 a 340 micras. Demanera distinta, Carrera (1999) considera que la línea “L” abarca dimensiones de 160 –250 micras. Por otro lado, Ortega (1991) señala que Brachionus plicatilis presenta untamaño que oscila entre los 300 – 350 micras.El crecimiento e incremento poblacional de los rotíferos tanto en el mantenimiento decepas como en el cultivo inicial e intermedio, se vio acelerado a temperaturas superioresa 25 ºC, lo que indicaría según Fielder et al. (2000) que se trataría de Brachionusrotundiformis por su mejor desarrollo en altas temperaturas, por otro lado Fukusho,1983; Fukusho & Iwamoto (1980) (citado por IMARPE, 1997), señala que B.rotundiformis es mas productivo a altas temperaturas (> 30ºC) mientras que B. plicatilises mas productivo a bajas temperaturas (< 25ºC).En las diferentes etapas de cultivo se observó que la densidad absoluta fue obtenidaentre los 4 – 7 días de cultivo, siendo las densidades de siembra diferentes tal como lasvariaciones de temperatura a lo largo del día o periodo de cultivo, esto se debería acondiciones naturales o propias de la especie, según Hoff & Snell (2001) quienesestablecen que los rotíferos (Brachionidae) cultivados a 25 ºC viven en promedio de 6 –8 días para el caso de la hembras y cerca de 2 días para el caso de los machos.Los rotíferos mantenidos en condiciones de oscuridad desarrollaron un normalcrecimiento poblacional alcanzando densidades tan altas como las obtenidas encondiciones de luminosidad, presentando la ventaja de la uniformidad y constancia de latemperatura que en este caso fue de 25 ºC. IMARPE (1997) señala que las condicionesóptimas de luz no han sido bien definidas, mientras que Fukusho (1989); Hoff &. Snell(2001) señalan la importancia e incidencia directa de la luz sobre el alimento(microalgas) de los rotíferos dentro de su cultivo, pudiendo ser esta de 2000 a 5000 luxy con fotoperiodos de 24L:0N ó 16L:8N.El uso de la microalga Nannochloris sp. como alimento del rotífero Brachionus sp. fuemateria de análisis en diferentes experimentos. Carrera (1999) obtuvo densidades altasde cultivo, por otro lado De La Cruz & Millares (1974) señalan la importancia de estamicroalga por su capacidad de fotosintetizar usando nutrientes inorgánicos y asimilarsustancias orgánicas del medio, su pequeño tamaño y los mas importante su resistencia

a altas temperaturas lo que establece una relación favorable con el cultivo de losrotíferos.Las distintas dietas suministradas: soluble del harina de pescado, levadura depanificación, mezcla de levadura con la microalga Nannochloris sp., no mostraronresultados que superen o justifiquen su utilización como principal dieta en lugar de lamicroalga Nannochloris sp. El soluble de harina de pescado cuya mejor concentración(3g L -1 ) mostró una lenta adaptabilidad para luego alcanzar densidades altas (167 rotml-1) pero en cuatro días mas tarde que la microalga, alcanzó su densidad absoluta. Parael caso de la levadura el mejor tratamiento (0.5 g L -1 ) alcanzó apenas los 90 rot ml-1siendo esta cifra el 50 % de lo alcanzado por la microalga, y todo esto en dos días mastarde que la microalga. Para el caso de la mezcla levadura de panificación con lamicroalga Nannochloris sp., alcanzó en el día tres una densidad de 131 rot ml -1 casi a lapar por lo alcanzado por la microalga (control) en el mismo día de cultivo pero queconstituyó su densidad absoluta mientras que la microalga alcanzó en promedio los 161rot ml -1 en el día cuatro de cultivo. Barnabé (1991), Ortega (1991), Hoff & Snell (2001),Srivastava et al. (2006), señalan la importancia de la dieta en el cultivo del rotíferoenmarcado como alimento en el cultivo de larvas de peces marinos pero tambiénseñalan la importancia de contar con dietas alternativas de bajo costo como el caso de lalevadura.CONCLUSIONESSe logró la adaptación de los rotíferos Brachionus sp de manera rápida a condicionesdistintas del medio natural tanto en temperaturas como en salinidad, permitiendo unmanejo fácil ya que la variable salinidad y temperatura conforman limitantes de cultivo.Las cepas obtenidas a través de distintos aislamiento fueron renovadas con menorfrecuencia debido a que en sucesivos aislamiento y con condiciones cada vez másfavorables en temperatura y alimento, fueron tomando un ritmo productivo más establey menos expuestos a contaminaciones.El cultivo inicial e intermedio mostró una evolución notable en cuanto a las densidadespoblacionales obtenidas, pero hay que recalcar la influencia directa del factortemperatura el cual se evidencia más en los últimos tres meses de la experiencia.La alimentación fue la base del cultivo, las dietas probadas no mostraron superioridadalguna sobre la suministrada normalmente (Nannochloris sp.) pero constituyeronalternativas de fácil uso y bajo costo por ello pueden ser consideras dentro de un sistemade producción.REFRENCIAS BIBLIOGRAFICASCarrera, L. 1999. Aislamiento de tres microalgas nativas y su efecto en el crecimientodel Rotífero Brachionus plicatilis Muller 1786, Línea “L”. Tesis para optar el Títulode Ingeniero Pesquero Acuicultor. Lima: Universidad Nacional Federico Villarreal.

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Tabla 1. Registro de temperturas en el Stock de cepasdel Rotifero Brachionus sp, en volumen de 500 ml, en ambiente semicontroladoe iluminacion constante. (a) Medio de cultivo y (b) Ambiente.aTemperatura (ºC)Medio de cultivoPromedio08:30 12:00 16:0022.7 23.3 23.2 23.124 22.8 22.9 23.223.5 23.6 23.7 23.626 27 26 26.326 27 27 26.728 29 28 28.325.0 25.5 25.1 25.2bTemperatura (ºC)AmbientalPromedio08:30 12:00 16:0023.4 23.2 23.5 23.423.4 25.5 24.5 24.526.5 25.5 23.5 25.228 29 28 28.328 29 28 28.329 30 28 29.026.4 27.0 25.9 26.4

Tabla 2. Registro de temperaturas en cultivo inicial e intermediodel Rotifero Brachionus sp, en baldes plásticos de 4 y 10 L, en ambiente semicontroladoe iluminación constante. (a) Medio de cultivo y (b) AmbienteaTemperatura (ºC)Medio de cultivoPromedio08:30 12:00 16:0020.9 21.4 21.5 21.221.3 22.0 21.8 21.723.7 23.9 23.5 23.724 25.5 26.5 25.326 27 27 26.726.5 27.5 27.2 27.1Promedio 23.7 24.6 24.6 24.3bTemperatura (ºC)AmbientalPromedio08:30 12:00 16:0021.0 21.8 22.1 21.721.4 21.9 22.2 21.823.6 24.1 24.4 24.026 27 27 26.727.5 26 26.5 26.727 26.5 27 26.8Promedio 24.4 24.5 24.9 24.6

Tabla 3. Registro de tallas unitarias de Rotífero Brachionus sp, procedente de Chilca, laguna"La encantada" *mantenido en laboratorio a temperatura de 23,8 ºC, iluminación artificial yaireación constante.Rotífero NºLórica (µ) Corona (µ)Huevos (µ)Largo Ancho diámetro Largo Ancho1 210 155 95 0 02 190 145 80 0 03 180 130 95 85 654 190 135 85 95 655 200 160 100 85 656 120 90 65 0 07 190 155 90 100 608 220 155 90 95 759 185 130 75 105 7510 200 150 100 90 7011 195 165 100 110 7512 190 150 100 0 013 155 115 75 0 014 150 110 65 0 015 195 145 85 0 016 210 155 100 105 8017 195 125 90 95 7018 200 150 100 105 7019 200 150 85 100 6520 185 145 80 70 7521 200 140 90 90 6022 200 145 90 0 023 210 145 90 80 8524 200 145 90 80 6025 190 150 85 0 026 150 110 75 1 0Promedio 189 140 88 57 43(*) La obtención de la muestra se registró el día 21/09/07 a horas 10:30 am, en la laguna "La encantada" se registrótemperatura ambiental (18 ºC), temperatura del agua (18,2 ºC) y Salinidad de 44 ‰

Tabla 4. Registro de tallas unitarias de Rotifero Brachionus sp, procedente de Chilca, laguna "La encantada"mantenido en laboratorio a temperatura de 23,8 ºC, iluminacion artificial y aireación constanteRotífero NºLórica (µ) Corona (µ) Huevos (µ)Largo Ancho diámetro Largo Ancho1 190 130 85 0 02 170 135 85 105 703 185 140 95 105 804 170 120 80 95 655 170 120 90 85 656 140 100 75 0 07 140 90 0 100 608 160 120 80 95 759 130 100 65 105 7510 200 130 85 90 7011 180 130 90 110 7512 120 135 0 0 013 110 75 60 0 014 175 125 85 0 015 160 125 80 100 7016 185 140 90 110 7517 180 130 80 100 7018 200 140 100 0 019 200 140 90 0 020 170 130 90 120 80Promedio 167 123 75 66 47(*) La obtención de la muestra se registró el día 24/10/07 a horas 10:30 am, en la laguna "La encantada" se registrótemperatura ambiental (19,5 ºC), temperatura del agua (20,5 ºC) y Salinidad de 43 ‰

Tabla 5. Evolución del mantenimiento de cepas del rotifero Brachionus sp, en un volumende 500 ml, iluminacion artificial y temperatura semicontrolada*DiasDensidad inicial Densidad Final(Rot.ml -1 ) (Rot.ml -1 )1 15 282 7 203 16 324 4 191 18 382 22 421 12 282 15 353 15 304 20 655 18 701 18 752 25 803 20 754 18 601 20 702 20 753 15 654 20 805 18 751 22 962 22 903 24 854 18 86

Tabla 6. Evolución del cultivo inicial del rotifero Brachionus sp, en un volumende 4 L, iluminacion artificial y temperatura semicontrolada*DiasDensidad inicial Densidad Final(Rot.ml -1 ) (Rot.ml -1 )1 8 152 15 143 14 221 0 02 0 01 15 562 20 583 18 604 25 701 30 752 35 803 0 04 0 05 22 601 30 902 35 753 45 804 27 861 45 1032 20 653 24 654 19 74

Tabla 7. Densidad inicial y final del rotifero Brachionus sp, en un volumende 10 L, iluminación artificial y temperatura semicontrolada*FechaDensidad inicial Densidad Final(Rot.ml -1 ) (Rot.ml -1 )1 7 162 8 143 12 351 35 422 25 523 25 654 31 825 45 906 45 767 48 961 52 1052 40 853 35 764 18 605 20 706 20 757 15 658 28 469 25 11010 41 14611 22 17212 22 9013 40 9814 45 159

Tabla 8. Densidad poblacional del rotifero Brachionus Sp. en volumende 100 L, iluminación artificial y temperatura de 24,5 ºCDensidad poblacionalM1 M2 M3(Rot.ml) (Rot.ml -1 ) (Rot.ml -1 )38 36 3828 25 4150 38 4541 40 5252 56 5867 50 5774 67 7281 83 8689 92 96106 112 124171 175 168155 138 15228 38 56Tabla 9. Densidad poblacional del rotífero Brachionus sp, en un volumende 250 L, iluminación artificial y temperatura de 24,5 ºCDensidad poblacionalM1 M2 M3(Rot.ml) (Rot.ml -1 ) (Rot.ml -1 )38 37 3628 25 2250 45 5288 76 7295 88 9484 76 8161 51 5549 38 42

Tabla 10. Constante de crecimiento (K), y, Rendimiento Poblacional (R) en cepas del rotifero Brachionus sp,en un volumen de 500 ml, iluminacion artificial y temperatura semicontrolada.Densidad inicial Densidad Final(Rot.ml -1 ) (Rot.ml -1 )(K)( R )15 28 0.31 6.57 20 0.52 6.516 32 0.23 5.34 19 0.22 2.118 38 0.15 4.022 42 0.16 5.012 28 0.11 2.015 35 0.14 3.315 30 0.10 2.120 65 0.17 6.418 70 0.19 7.418 75 0.20 8.125 80 0.17 7.920 75 0.26 7.918 60 0.17 6.020 70 0.18 7.120 75 0.15 6.115 65 0.21 7.120 80 0.28 12.018 75 0.18 7.122 96 0.25 12.322 90 0.20 9.724 85 0.18 8.718 86 0.22 9.7Tabla 11. Constante de crecimiento (K), y, Rendimiento Poblacional (R) en cepas del rotifero Brachionus sp,en un volumen de 4 L, iluminacion artificial y temperatura semicontroladaDensidad inicial Densidad Final(Rot.ml -1 ) (Rot.ml -1 )(K)( R )8 15 0.31 3.515 1414 22 0.23 4.00 00 015 56 0.66 20.520 58 0.53 19.018 60 0.60 21.025 70 0.51 22.530 75 0.46 22.535 80 0.41 22.50 0 0.00 0.00 0 0.00 0.022 60 0.50 19.0

Tabla 12. Constante de crecimiento (K), y, Rendimiento Poblacional (R) en cepas del rotifero Brachionus sp,en un volumen de 10 L, iluminacion artificial y temperatura semicontroladaDensidad inicial Densidad Final(Rot.ml -1 ) (Rot.ml -1 )(K) ( R )7 16 0.41 4.58 14 0.28 3.012 35 0.54 11.535 42 0.09 3.525 52 0.37 13.525 65 0.48 20.031 82 0.49 25.545 90 0.35 22.545 76 0.26 15.548 96 0.35 24.052 105 0.35 26.540 85 0.38 22.535 76 0.39 20.518 60 0.60 21.020 70 0.63 25.020 75 0.66 27.515 65 0.73 25.028 46 0.25 9.025 110 0.74 42.541 146 0.64 52.522 172 1.03 75.022 90 0.70 34.040 98 0.45 29.045 159 0.63 57.035 115 0.59 40.042 126 0.55 42.020 121 0.90 50.5Tabla 13. Crecimiento poblacional de Rotiferos Brachionus en cultivo inicial (4 l), con alimento microalgal Nannochloris spmantenido en una incubadora a temperatura constante de 25,5 ºC y en oscuridad.Densidad poblacionalDíaM1 M2 M3rot.ml -1 rot.ml -1 rot.ml -11 36 38 362 47 50 493 68 76 754 78 88 875 68 96 866 46 10 207 91 105 958 257 148 203

Tabla 14. Densidad en cultivo mixto de copépodos y rotífero Brachionus sp. enrecipientes de 4 L. Temperatura 23ºC, iluminación artificial y aireación constante.DíaConteo Rotiferos/mlConteo Copepodos/mlDensidad Densidad1 2 3 1 2 3 (rot./ml) (cop./ml)1 8 12 10 53 56 58 10 582 8 8 11 51 42 43 9 433 10 12 14 51 28 41 12 414 10 12 15 30 25 20 12 207 18 20 20 12 12 10 19 108 19 18 19 8 5 9 19 99 23 25 27 8 5 6 25 610 24 24 25 2 1 1 24 111 38 42 45 0 0 0 42 0R* 3.16666667* Rendimiento poblacional

100Densidad (rot/mL)8060402001125204016462073197322891Densidad inicial (rot ml-1)Densidad final (rot ml-1)Figura 1. Densidad inicial y densidad absoluta obtenida en el mantenimiento de Cepas del rotifero Brachionus spen un volumen de 500 ml, iluminacion artificial y temperatura semicontrolada70Densidad (rot/mL)6050403020102061174312 17 0 0010 00 0Densidad inicial (rot ml-1)Densidad final (rot ml-1)Figura 2. Densidad inicial y densidad absoluta obtenida en el cultivo inicial del rotifero Brachionus spen un volumen de 4 L, iluminacion artificial y temperatura semicontrolada140Densidad (rot/mL)1201008060402002290 03672297730110361301Densidad inicial (rot ml-1)Densidad final (rot ml-1)Figura 3. Densidad inicial y densidad absoluta obtenida en el cultivo intermedio del rotifero Brachionus spen un volumen de 10 L, iluminación artificial y temperatura semicontrolada.

300Densidad (Rot/mL)2502001501005001 2* 3* 4 5 6 7 8DíasPrueba 1 Prueba 2 Prueba 3Figura 4. Crecimiento poblacional del rotífero Brachionus sp. en cultivo inicial (4 l)mantenido en una incubadora a temperatura constante de 25,5 ºC y sin iluminación.

Densidad (ind/mL)706050403020Densidad de rot/mlDensidad de copepodos /ml1001 2 3 4 7 8 9 10 11DíasFigura 5. Densidad de copepodos en cultivo mixto con Brachionus sp, en volumen de10 litros, alimentados con microalga Nannochloris sp., temperatura de 23,8 ºC, iluminacionartificial y aireación constante.

c aa d dbabcdFigura 6. Medicion de rotifero Brachionus sp, procedente de la laguna "La encantada"Chilca, Cañete. Temperatura de la laguna 18,8 ºC, salinidad 44 º/oo(a) medicion de longitud de la lorica, (b) medición de ancho de lala lorica, ( C) medición del diametro de la corona, y (d) medida de los huevos.