Curso Introductorio a la Acarología Aplicada - Instituto de ...

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 1Curso Introductorio a la Acarología AplicadaMORFOLOGÍA, TAXONOMÍA Y DIAGNOSTICO FITOSANITARIO DE ÁCAROS DEIMPORTANCIA AGRÍCOLA.Dra. Lérida Almaguel RojasLaboratorio de Acarología. Instituto de Investigaciones de Sanidad Vegetal (INISAV). División de Biología. 110 y5ta B # 514, Gaveta 634, 11300, Playa, Ciudad de La Habana, CUBA. E-mail: lalmaguel@inisav.cuCIDISAV. 2004:83 pp. Registro legal:1226-2004. ISBN:.959-7111-24-1. CIDISAV.Ciudad de la Habana CubaHonduras 30/Sept. al 4/Oct. del 2002

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 2TABLA DE CONTENIDOSTabla de Contenidos ______________________________________________________________2Indice de Figuras _________________________________________________________________41. Introducción __________________________________________________________________62. Generalidades de la Clase Acari___________________________________________________72.1. Posición Taxonómica de los ácaros __________________________________________72.2. Morfología general de los fitoácaros. _________________________________________83. Importancia económica de los ácaros en la agricultura.________________________________203.1. Importancia general. _____________________________________________________203.2. Especies de ácaros de interés para la cuarentena en diferentes países u organismosregionales._____________________________________________________________214. Caracterización morfológica y bioecológica de las principales familias y especies de ácarosfitófagos.____________________________________________________________________254.1. Clasificación de los ácaros de interés agrícola._________________________________254.2. Ciclo evolutivo de las principales familias de ácaros fitófagos. ____________________474.3. Características bioecológicas y medidas de lucha de las principales especies de ácarosfitófagos por familia y cultivo, según los resultados obtenidos en Cuba. ____________494.3.1. Especies por familias.____________________________________________ 494.3.2. Especies plagas por cultivos agrícolas. ______________________________ 504.3.2.1 Arroz (Oryza sativa)_____________________________________________ 504.3.2.1.1 Steneotarsonemus spinki, Smiley (Ácaro del vaneado de la panícula delarroz) ________________________________________________________504.3.2.2 Cítrico (Citrus spp)______________________________________________ 524.3.2.2.1 Phyllocoptruta oleivora (ácaro del moho). ___________________________524.3.2.2.2 Polyphagotarsonemus latus (ácaro blanco) __________________________554.3.2.2.3 Panonychus citri (ácaro rojo de los cítricos) _________________________584.3.2.2.4 Brevipalpus phoenicis. (ácaro chato de los cítricos)(Foto 13, 14) _________584.3.2.2.5 Eutetranychus banksi. (ácaro de Texas) _____________________________594.3.2.3 . Plátano (Musa spp)_____________________________________________ 604.3.2.3.1 Tetranychus tumidus (araña roja del plátano) ________________________604.3.2.4 . Papa (Solanum tuberosum). ______________________________________ 634.3.2.4.1 P. latus (ácaro blanco) __________________________________________634.3.2.5 . Pimiento (Capsicum spp.) _______________________________________ 644.3.2.5.1 P. latus (ácaro blanco) __________________________________________644.3.2.6 . Tomate (Lycopersicum esculentum, Wild). __________________________ 654.3.2.6.1 Aculops lycopersici (Massee) (ácaro tostador del tomate) _______________654.3.2.7 . Ajo (Allium sativa L) __________________________________________ 664.3.2.7.1 Eriophyes tulipae Keifer (ácaro del vaneado del bulbo) _________________66

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 34.3.2.7.2 Rhizoglyphus setosus ____________________________________________684.3.2.8 . Coco (Cocos nucifera L.) _______________________________________ 694.3.2.8.1 Eriophyes guerreronis (ácaro de la roña del cocotero). _________________695. BIBLIOGRAFÍA BÁSICA CONSULTADA _______________________________________71ANEXO No. 1__________________________________________________________________73ANEXO No. 2__________________________________________________________________77

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 4INDICE DE FIGURASFigura 1. Vista dorsal (Acarina), mostrando las mayores divisiones del cuerpo de los ácaros (Krantz1978) ______________________________________________________________________ 7Figura 2. Diferentes forma del cuerpo de los ácaros (Acariodea, Teranichoidea y Eriophoidea) ___ 8Figura 3. Vista dorsal (A) y ventral (B) del Gnatosoma o capítulo (Tetranychidae). ____________ 9Figura 4. Tipos de quelíceros (1,2 y 3) y palpos o pedipalpos (4) en Acarina_________________ 10Figura 5. Vista lateral de la pata (A) y sus segmentos (1,2,3,4,5,6) y diferentes formas de la partefinal del tarso (B,C,D), correspondientes a la familia Tetranychidae. ___________________ 11Figura 6. Vista dorsal y ventral del gnatosoma de Tetranychidae. Posición del peritrema. ______ 14Figura 7. Vista lateral de diferentes formas de aedeagus de Tetranychus spp (A) y ventral (B) enAcaridae. __________________________________________________________________ 15Figura 8.Vista ventral del opistosoma de las hembras de Tetranychidae(A) y de Tenuipalpidae(B)mostrando el área genital. _____________________________________________________ 15Figura 9. Vista dorsal de la hembra y el macho de Eutetranychus banksi (Tetranychidae).Mostrando un fuerte dimorfismo sexual. _________________________________________ 16Figura 10. Phytoseuilus persimilis / T.urticae _________________________________________ 17Figura 11. Población de Rhyzoglyphus robini sobre el bulbo de gladiolo de suelos infestados ___ 18Figura 12. Daños y población de Tetranychus tumidus en hojas de fríjol. ___________________ 18Figura 13. Alta población de acáridos alimentándose en productos almacenados. _____________ 19Figura 14. Vista ventral Tetranychus sp(hembra), mostrando el quelícero transformado en estilete,contenido en el estiloforo(A). Ambulacro con pelos aferradores (B) y garra sin pelosaferradores(C) ______________________________________________________________ 25Figura 15. Vista dorsal del gnatosoma y el aparato bucal de acáridos (A), palpos rudimentarios(B);tarso I de la hembra (C) y IV del macho(D), mostrando la carúncula y la garra o uña ______ 26Figura 16. Vista lateral de la hembra adulta de eriofidos (A) y dorsal del escudo (B) __________ 27Figura 17. Vista dorsal y ventral del macho (1) y de la hembra (2)de Tarsonemidae(Stneotarsonemus sp.). _______________________________________________________ 27Figura 18. Vista dorsal (A), ventral (B) y palpo (C) de Tetranychus urticae . ________________ 28Figura 19. Dolychotetranychus floridanus. Arriba, aspecto dorsal y ventral con detalles delchaetophoro. Abajo izquierda, aspecto dorsal del macho y detalle del chaetophoro, derechaarriba tarso I del macho, debajo, tarso I de la hembra. _______________________________ 29Figura 20. Eriophyes guerreronis. Hembra: SA, Vista lateral de la parte anterior del escudo y laspatas; ES, microtubérculos laterales; CS, telosoma o región caudal; L1, primer par de patas; F,garra o uña plumosa; DA, patrón del escudo; AP1, estructura genital interna de la hembra;GF1; coxas y genitalia externa de la hembra (Tomado de Keifer et al., 1982) ____________ 31Figura 21. Eriophyes tulipae. Hembra: S, Vista lateral del cuerpo; A, patrón del escudo dorsal; ES,microtubérculos laterales; F, garra o uña plumosa; GF1, coxas y genitalia externa; AP1,estructura genital interna de la hembra de la hembra; L, primer y 2do par de patas (Tomado deKeifer et al., 1982) __________________________________________________________ 32Figura 22. Phyllocoptruta oleivora. Hembra: D, vista dorsal del cuerpo; F, garra o uña plumosa; S,vista lateral del cuerpo; AP1, estructura genital interna de la hembra de la hembra; ES,microtubérculos laterales; GF1, coxas y genitalia externa; SA, vista lateral del rostro, primer y2do par de patas (Tomado de Keifer et al., 1982)___________________________________ 33Figura 23. Aculops lycopersici. Hembra: S, vista lateral del cuerpo; F, garra o uña plumosa; DA,patrón del escudo dorsal; ES, microtubérculos laterales; AP1, estructura genital interna de la

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 5hembra; GF1, coxas y genitalia externa; L, primer y 2do par de patas (Tomado de Keifer et al.,1982) _____________________________________________________________________ 34Figura 24. Hembra de Tenuipalpidae: Vista ventral (A) y dorsal (B) con detalles de la placa anal ygenital y el patrón de setas. Detalle del palpo (C) y el tarso II (D) (Livschitz y Salinas , 1968)39Figura 25 Morfología de Tarsonemidae (Tomada de Beer y Nucifora,1965) _________________ 41Figura 26 Modificaciones morfológicas de la pata IV del macho, en varios géneros de la familiaTarsonemidae(Polyphagotarsonemus, Steneotarsonemus y Tarsonemus). _______________ 42Figura 27. Polyphagotarsonemus latus. Vista dorsal y ventral de la hembra y el macho;características de las setas y del IV par de patas de ambos sexos(Almaguel, 1978). ________ 43Figura 28. Steneotarsonemus spinki: Vista dorsal y ventral del macho y la hembra. Característicasde las patas, patrón y del órgano pseudoestigmático (Tomado de Smiley,1967). __________ 44Figura 29. Rhizoglyphus echinopus. Arriba, Macho; Abajo, hembra: Vista ventral y dorsal de ambossexos mostrando la morfología externa y de utilidad para la identificación de los acáridos. __ 45

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 61. IntroducciónLos ácaros en sentido general, son considerados como los artrópodos de menor talla, suscaracterísticas etológicas y morfológicas explican la ausencia relativa de estudios e investigacionesde acarología agrícola realizadas en los países en vías de desarrollo y de los cuales somos mayoríaen nuestra región; Así sólo Brasil, México, Chile, Cuba y Argentina registran resultados en el campode los fitoácaros, también algunas individualidades en Venezuela, Colombia, Costa Rica, PuertoRico y Perú. Canadá y Estados Unidos de Norteamérica, han alcanzado un alto desarrollo en laacarología agrícola, en especial este último rebasa los mayores niveles cuantitativos y cualitativos enel ámbito mundial y constituye una valiosa fuente de información científica y de transferencia deresultados, en particular los de la Florida y parte de California.En el recién terminado XI Congreso Internacional de Acarologia (8 al 13 de septiembre del 2002,Mérida México), se ratificó la legitimación oficial de la Sociedad Latinoamericana de Acarología(SLA), cuyo propósito fundamental es el desarrollo de esta ciencia en Latinoamérica y el Caribe.Además según los resultados del propio Congreso se pudo constatar que los problemas de plagasacarinas son semejantes en todos los países de la región, con las diferencias que establecen los tiposde climas y cultivos, así como las propias de las especies fitófagas.Los principales problemas de ácaros en la región (especies indicadas como plagas peligrosas) sepresentan con Polyphagotarsonemus latus (Tarsonemidae) en varios cultivos (papa, algodón,pimiento, cítricos entre otros); Aceria (Eriophyes) guerreronis en coco, Phyllocoptruta oleivora encítricos y Eriophyes tulipae en ajo (Eriophoidea); Brevipalpus spp (Tenuipalpidae) en cítrico y café(asociados con enfermedades virales); Mononychellus tinajoa en yuca, Oligonychus coffeae(Tetranychidae). Otras más recientes: Aceria manguiferae en mango; Steneotarsonemus spinki(Tarsonemidae) en arroz; Schizotetranychus industanicus en cítrico y Olygonychus perseae enaguacate (Tetranychidae) y Aceria tosichela (Eriophydae) en ajo (Trabajos presentados en el XICongreso Internacional de Acarología).Las indicaciones antes señaladas apuntan la necesidad de preparar técnicos capacitados en nuestrospaíses, no sólo para evitar o disminuir las pérdidas ocasionadas por las especies presentes en cadauno de ellos, sino también para evitar la introducción de nuevos agentes nocivos. La detección,diagnóstico y caracterización constituyen los primeros elementos básicos para lograr estos objetivosy hacia ello esta dirigido este primer curso para la preparación de técnicos de Honduras por interésdel proyecto VIFINEX-OIRSA.

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 72. Generalidades de la Clase AcariLos ácaros son un grupo megadiverso. Su origen y filogenia siempre han sido aspectos debatidospor los especialitas ya que la multitud de formas, colores, hábitos, morfología y comportamientosson extremadamente variables. La más antigua referencia de los ácaros viene de Homero (850 a.c.),cuando en la Odisea relata sobre el regreso de Ulises, hay una frase que dice textualmente “allíestaba Argos (el perro) cubierto de garrapatas”. Aristóteles hace mención de Akari (singular)palabra griega que significa polilla, de ahí paso al latín Acari (plural) y a acarus (en singular)(Hoffmann y López- Campos, 2000).2.1. Posición Taxonómica de los ácarosSegún Krantz ,1978:Phyllum : ArtropodaClase: ArácnidaSubclase: AcariLos ácaros y las garrapatas se distinguen de las arañas a través de la siguiente clave:1. Las piezas bucales están insertadas anteriormente en el cefalotórax, el cual está compuestopor la fusión de la cabeza y los segmentos toráxicos y qué se conecta a la porción abdominalpor un pedicelo estrecho; patas insertadas en el cefalotórax...................... SubclaseAraneae.2. Las piezas bucales están encerradas en la parte anterior de un discreto gnathosoma; las patasse insertan en el podosoma (segmento del cuerpo después del gnathosoma) fusionado con elsegmento posterior (opisthosoma) para formar el idiosoma................................ SubclaseAcari (Figura 1).Figura 1. Vista dorsal (Acarina), mostrando las mayores divisiones del cuerpo de los ácaros (Krantz 1978)

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 8Hoffmann (2000), al igual que otros autores, considera los ácaros como una clase para facilitar lacomprensión e incluir la diversidad de nuevos taxones descritos.Nomenclatura de las taxas de la clase Acari, por diferentes autores.Baker y Wharton 1952 Evans et al 1961Van der Hammen 1968 Johnson 1982,Krant 1978Norton et al, 1983.Notostigmata Notostigmata Opilioacarida OpilioacaridaIxodides Metastigmata Ixodida IxodidaHolothyroidea Tetrastigmata Holothyrida HolothyridaMesostigmata Mesostigmata Gamasida MesostigmataTrombidiformes Prostigmata Actinedida ProstigmataOribatei Cryptostigmata Oribatida OribatidaAcaridia Astigmata Acaridida AstigmataLos ácaros de mayor interés por su asociación con las plantas están incluidos en los grupos señalados en negrita.Muchos autores utilizan indistintamente esta nomenclatura sin definir el nivel taxonómico, debido ala diversidad de teorías, la aparición constantes de nuevas formas acarinas y el incremento deestudios básicos que contribuyen al conocimiento de la evolución y la filogenia de los ácaros.2.2. Morfología general de los fitoácaros.Morfología externa.Son pequeños organismos cuya talla oscila entre 0.2 y 1 mm presentando variadas formas (globosos,ovalados, elípticos, vermiformes) (Figura 2), colores desde amarillo pálido hasta tonos intensos deverde, pasando por naranja, pardo a rojo negro. La coloración varia con la ontogenia, lascondiciones climáticas y la alimentación entre otros factores, en muchos casos es transparente y lacoloración es atribuible al alimento en su interior.Figura 2. Diferentes forma del cuerpo de los ácaros (Acariodea, Teranichoidea y Eriophoidea)

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 9Como en otros artrópodos el integumento (Tegumento) de los ácaros, consiste básicamente de unacapa de células epiteliales, la hipodermis y capas esclerosadas de secreciones (Baker y Wharton,1964). La cutícula realiza fundamentalmente una función de protección del organismo; regulaciónde la pérdida de agua; recepción de los estímulos exteriores (pelos sensoriales) y como agente delsistema motor (inserción de lo músculos en la cutícula). Esta compuesto por tres capas: Cutícula(Procutícula), que a su vez consta de endocutícula (hypostracum) y exocutícula (ectocutícula);Epicutícula (epiostracum) y Tectostracum o cerotegumen.Los ácaros presentan glándulas dermales que son las encargadas de segregar sustancias cementantesa la epicutícula.Las glándulas opistosomales laterales (vesículas expulsatorias, glándulas de aceite, glándulas lateroabdominales) son conspicuas estructuras de Astigmata y Oribátida. Ellas contienen un líquidoaltamente refractivo que puede estar coloreado de amarillo pardo o rojo. Michael (1901), sugiereque esta glándula sirve para lubricar la superficie del cuerpo mientras que Brody y Wharton (1970),están a favor de la función repugnatoria. Más recientemente se cree que tenga función de alarma deagregación y feromona sexual (Kuwahara et al, 1980; Myayen et al, 1980, Leal et al, 1989).Gnatosoma es la estructura en la que se encuentran las partes bucales. Está formada por la fusión delas coxas de los pedipalpos con la parte anterodorsal del propodosoma (tecto) y el deutoexterno demanera que forman un tubo. Por debajo del tecto se encuentran el primer artejo de los quelíceros y labase del gnatosoma recibe el nombre de subcapitulum; los enditos coxales o laterales de éste,asociados con elementos anteroventrales, conforman el hipostoma. El orificio bucal se localiza entreel labro y el hipostoma (Figura 3) (Krant 1978).Gnatosoma o capítulo comprende el epistoma, hipostoma, subcapítulo y las paredes lateralescompuestas por las coxas palpales. Según el tipo de alimentación, el gnatosoma tiene susvariaciones. Esto se ve incluso en diferentes estadíos de desarrollo.Figura 3. Vista dorsal (A) y ventral (B) del Gnatosoma o capítulo (Tetranychidae).

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 10Los quelíceros son el primer par de apéndices de los ácaros, generalmente tienen 3 artejos (basal,dedo fijo dorsal y móvil que es ventral) (Figura 4), pueden variar en estructura pero no su función(toma de alimento). Básicamente existen 2 tipos con diversas modificaciones: los quelados y losestiletiformes presente en los fitoácaros. Consisten en tres partes o artículos.1- artículo basal conmúsculos retractores adjuntos; 2- artículo medio articulado en la base incluye el dígito fijo en formade gancho; 3- dígito móvil que se encuentra en posición ventral con respecto al digito fijo.Tienen setas mecanoreceptoras. En algunos Mesostigmata el macho tiene espermatóforo que puedeser libre distalmente o enteramente fusionado al dígito. En Actinotrichida tiene la apariencia deestructura bipartita y falta el artículo basal. Son quelados en la mayoría de Oribátidos, Astigmata yen algunos Prostigmata como Rhagididae y Labidostomatidae.En Prostigmata los quelíceros tienen una variación grande. Las quelas son modificadas por lareducción del dígito fijo y el desarrollo del dígito móvil dentro de una estructura en forma de hoz,gancho o estilo. El desarrollo de los dígitos estiliformes a menudo viene acompañado de completafusión de la base de los quelícero (Tetranychoidea, Raphignathidae, Caligonelidae, Tarsonemidae yalgunas especies de Stigmaeidae y Tydeidae).11.1. Leyenda (Fig.4)3241. Quelíceros esteliformes(fitoácaros).2. Queliceros con dedo fijo,móvil y base (Gamasidos).3. Queliceros terminados enuña.4. Pedipalpos (Tetranychidae)Figura 4. Tipos de quelíceros (1,2 y 3) y palpos o pedipalpos (4) en AcarinaLos pedipalpos, segundo par de apéndices, con función quimiosensoriales y termotaxis (movimientofrente a estímulos directos), en los ácaros más evolucionados nunca están divididos en más de 6segmentos y se nombran como los de las patas, en general son mas pequeños que los quelíceros(Figura 4). Son articulados en la región palpocoxal del gnatosoma y en la mayoría de los ácarosforma un apéndice libre como una rama que se extiende más allá del margen anterior delsubcapítulo. Raramente y en ciertos Tarsonemina son extremadamente pequeños y no se extiendenmás allá de la cápsula gnatosomal.En Anactinotrichida constituidos por: Trocánter, fémur, gena , tibia, tarso y apotela. La fusión de latibia con el tarso se ve en algunos Uropodina, Antennophorina y probablemente algunos Ixodida.

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 11En Actinotrichida: Gran variedad de segmentación y formas. Consta de Trocánter, fémur, gena, tibiay tarso. Pueden ser raptoriales como en Cheyletoidea.Idiosoma está dividido en una región anterior y otra posterior a la altura de los pares de patas II y IIIpor una sutura (sutura jugal) que divide al cuerpo en propodosoma e histerosoma (Figura 1). Puedepresentar ornamentaciones en la parte dorsal de la cutícula. Las patas o apéndices locomotores seencuentran en el idiosoma.Las placas son estructuras esclerosadas que pueden encontrarse en las partes dorsal y ventral de losácaros y que su origen puede ser:• Unión de varios terguitos (dorsal)• Unión de varios esternitos (ventral)• Por alargamiento de las bases de varias sedas.Patas. En estado larval casi todos los ácaros poseen tres pares de patas y cuatro pares en lossiguientes estadíos; en Eriophyoidea todos sus estadíos tienen dos pares. Además de su funcióncaminadora pueden servir para nadar, sensorialmente y para la cópula. La terminación puede ser dediferentes formas y estar constituida por el aparato empodio-ambulacral, terminar en uña o garra.Las patas están constituidas por artejos o segmentos (Podomeros), en general son 6; Coxa,Trocánter, Fémur, Gena, Tibia y Tarso (Figura 5), en algunos casos pretarso. Pueden variar detamaño y forma así como fusionarse. La quetotaxia (forma y ubicación de las setas, pelos o cerdas)de las patas es de gran interés en la identificación taxonómica de los ácaros hasta nivel de especie.En Actinotrichida: Coxas incorporadas a la pared ventral del cuerpo. La quetotaxia consta de trestipos de setas verdaderas. Comprenden la seta ordinaria, Eupathidial y famuli que son anisótropasmientras que el cuarto tipo (solenidio) es isotropica. Eupatidia (sencilla quimiosensorial) designadapor la letra griega zeta ( ζ ) son proorales y subunguinales. El solenidio aparece sólo en la gena, tibiay tarso, designándose con la letra griega (σ ). La regeneración de miembros amputados no es comúnen los ácaros. Existe esta condición en Ixodida y Notostigmata.Leyenda (Fig.5)A: Pata 1. Tarso2. Tibia3. Gena4. Fémur5.Trocánter6. CoxaB: Bryobia sp.C: Tetranychus sp.D: Panonychus sp.Figura 5. Vista lateral de la pata (A) y sus segmentos (1,2,3,4,5,6) y diferentes formas de la parte final del tarso(B,C,D), correspondientes a la familia Tetranychidae.

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 12Morfología interna.Aparato digestivo no es más que un tubo simple. Porción anterior o intestino anterior, formada poruna faringe muscular y un esófago tubular, intestino medio y posterior.Intestino Anterior o Estomadeo, está compuesto por la boca, la faringe (órgano succionador) y elesófago y tiene la función de succionar los alimentos.Intestino Medio o Ventrículo es donde se realiza la asimilación de las sustancias nutritivas; en él sepresentan invaginaciones que conforman los ciegos gástricos, cuya función es aumentar la superficiede absorción de los nutrientes, el número varía en los diferentes grupos de ácaros, también se leconoce como caeca.Intestino Posterior o Proctodeo está formado por el recto y el ano. Es donde se lleva a cabo laeliminación de las sustancias no digeribles y donde se encuentran los tubos de Malpighio, estos seencuentran flotando en la cavidad interna y son los encargados de recoger las sustancias de desechosdel organismo, están conectados con el ano.En algunos Prostigmatas y Mesostigmatas se ha perdido la unión entre el intestino medio y elposterior, de tal forma que cuando esto sucede, el posterior actúa como un sistema separado delaparato digestivo y su función es colectar la guanina (sustancia de desecho) y sacarla a través deltubo excretor medio, el cual desemboca en el poro excretor.Glándulas accesorias al aparato digestivo. La parte interna del gnatosoma está ocupada casitotalmente por glándulas salivales, las cuales pueden ser tubulares o racimosas, en generaldesembocan cerca de la abertura oral y segregan sustancias proteolíticas.Las glándulas tienen funciones específicas y hay diferentes tipos: Glándulas de la piel; se encuentranen muchos acariformes y producen sustancias útiles como lubricantes y las quelicerales; se abren enla punta o base de los quelíceros y pueden estar relacionadas con la captura de presas, entre otras. Lamayoría de las glándulas descargan su contenido a través de conductos que desembocan en la regiónbucal y subcapitular del gnatosoma o cerca de las coxas del primer par de patas (glándulassalivares). Se considera que las glándulas coxales tengan función osmoreguladora.Sobre la digestión es poco lo que se sabe. La digestión externa e interna sólo ha sido bien estudiadaen las garrapatas. La secreción oral puede tener función de lubricación de los alimentos (en el casode T. urticae, la lisis de los cloroplastos). El alimento es ingerido en forma líquida o semilíquida enmuchos Mesostigmata y Prostigmata y en estado sólido la mayoría de Astigmata.Sistema muscular. Los ácaros poseen músculos estriados al igual que otros artrópodos y son losresponsables de dar movimiento a las partes bucles, al gnatosoma completo, a los apéndiceslocomotores y a las aberturas genital y anal. Están insertados en las placas, los apodemas, epímeroso en la cutícula suave que se encuentra entre las placas (Resendíz 1985).Aparato excretor. Es bien primitivo y varía de unos a otros grupos. La excreción en el sentidoestricto es ejecutada por los tubos de Malpigi adosados a la región postventricular del tracto

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 13alimenticio. Los órganos involucrados en el balance de agua e iones son: las glándulas coxales,salivares, papilas genitales y el órgano de Claparede.Los Túbulos de Malpigi en los arácnidos se desarrollan al final del mesenteron embriónico y seconsideran de diferente origen al de los insectos: 2 pares de tubos en Holothyrida, un par enNotostigmata, Ixodida y Mesostigmata. Ausentes en Prostigmata y Oribátida pero están presentes enalgunas familias de Astigmata. La mayor proporción de las excretas es guanina y ácido úrico.Circulación, Sistema nervioso y órganos de los sentidosEl sistema circulatorio de los ácaros es lagunar. La hemolinfa no sólo tiene función de transporte denutrientes, mensajeros químicos como hormonas, sino también tiene un rol mecánico importantecomo soporte de los tejidos y para transmitir energía en forma de presión hidrostática. La hemolinfaes un líquido claro que contiene hemocitos (amebocitos, leucocitos), con forma triangular, oval,cuadrangular o estrellado. La circulación de la mayoría de los ácaros pequeños resulta por la acciónde la musculatura del cuerpo y el movimiento de los órganos internos.En correspondencia con la pérdida de segmentación en los ácaros, el sistema nervioso central estáfusionado en una masa ganglionar circunesofágica con nervios periféricos extendidos a varias partesdel cuerpo.Estructuras sensoriales. El idiosoma de los ácaros está equipado con una gran variedad de receptoressensoriales de la cutícula y de setas o cerdas (pelos), con funciones táctiles y quimiorreceptores• Sin sistema de poro (mecano sensitivas con inserción flexible)• Con sistema de poro terminal (mecano y quimiorreceptor, inserción flexible o rígida)• Con poros en la pared (con pared simple o doble)Las sensillas birrefringentes comprenden los pelos ordinarios o tricobotrias. También pueden sereupatidia (= acanthoides) y fámuli. La mayoría, si no todos, las setas y tricobotrias son mecanoreceptoras.El eupatidio es una sensilla con poro terminal probablemente con función gustativa/mecánico y se localiza en los pedipalpos y patas.Los poros de los solenidios sugieren que tienen función olfatoria. La función de los famuli de lostarsos del primer par de patas y usualmente asociado al solenidio es desconocida.Tipo de receptor sensorial: Mecano-receptor; Quimio-receptor; Termo-receptor; Higro-receptor yFoto- receptor.El mecano receptor es un pelo ordinario con las siguientes funciones: Coordina el movimiento alcaminar por el análisis de la presión en la cutícula tarsal por el peso del cuerpo; percepción de lagravedad y la detección del sustrato/ vibración del aire. Las lirifisuras miden fuerza o carga inducidapor la actividad muscular, vibración del sustrato y presión de la hemolinfa.Las sensillas quimiorreceptores se diferencian de los mecano-receptores por el proceso dentrítico dedos o más neuronas que penetran en el lumen de la sensilla. Los olfatorios se concentran usualmente

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 14en el dorso del tarso y en algunos taxas, en la gena y tibia del primer par de patas. Los gustatoriosestán asociados al gnatosoma, especialmente el tarso del palpo y el tarso del primer par de patas. Enlos quelícero también pueden haber estructuras quimiorreceptores.Los ocelos se presentan en 2 a 3 pares, con lentes pigmentados y bien desarrollado en muchosgrupos de ácaros. No se encuentran en Mesostigmata. En Actinotrichida tienen ocelos comúnmenteen Prostigmata pero son raros en Astigmata y Oribátida. Un máximo de un par tienen en Astigmatay se encuentra en el prodorsum. Se supone que los ojos tengan muy baja resolución. En T. urticae, elojo anterior es un scanner pero no forma imágenes. Tiene receptores para el verde y el UV. Elsegundo ojo es receptor no direccional y capta solo el UV.Sistema respiratorio es por traqueas que abren en un par de estigmas (Figura 6). Anactinotrichida:Notostigmata, el par de estigmas está localizado dorsalmente en el segundo y quinto segmentoopistosomático. Mesostigmata, estigmas entre las coxas III y IV y la mayoría de los Ixodida,estigmas situados en la superficie ventrolateral del cuerpo posterior a las coxas IV.Actinotrichida: Prostigmata, estigmas localizados en la base del gnatosoma o más raramente en lasuperficie dorsal y anterolateral del prodorso. La diversidad en la forma y los componentes delsistema respiratorio y la posición de los estigmas depende de las modificaciones del gnatosoma,particularmente en los quelícero, por los diferentes métodos de alimentación.Astigmata: Están ausente los estigmas. Se ha reportado pseudoestigmas en algunas especies sobre elprimer y segundo par de patas relacionadas a las aberturas anal y genital.PalpoRostrumDigito móvil del quelíceroPeritremaFigura 6. Vista dorsal y ventral del gnatosoma de Tetranychidae. Posición del peritrema.Sistema Reproductivo (Figura 7).Órgano reproductor masculino y espermatogénesis. Un par o un testículo con un par o un vasodeferente o una vesícula seminal media y un conducto eyaculador. La sección terminal se desarrollaen un órgano intromitente llamado penis o Aedeagus. Las glándulas accesorias producen el fluidoseminal y los espermatóforos se abren dentro de la vesícula seminal o en el conducto eyaculador.

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 15BAFigura 7. Vista lateral de diferentes formas de aedeagus de Tetranychus spp (A) y ventral (B) en Acaridae.Órgano reproductor femenino u Oogénesis: Comprende un par o un ovario, un par o un oviducto, unútero medio, la vagina, receptáculo seminal, glándulas accesorias, cámara pregenital (vestíbulo,atrium genital). El sistema de acceso espermático conectado con el orificio genital y funcionandopara la recepción (y en algunos casos para la maduración y el almacenamiento) del esperma. Estápresente en Astigmata y algunos Mesostigmata y Prostigmata (Tetranychidae) (Figura 8).a. placa pregenital; b placa genitalFigura 8.Vista ventral del opistosoma de las hembras de Tetranychidae(A) y de Tenuipalpidae(B) mostrando elárea genital.

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 17Dispersión de los ácaros.Se dispersan por el aire (Anemoria). Los Tetranychidae han sido colectados a 3000 m de alturamovidas por el aire. Utilizan el “balloning” al igual que las arañas con su tela. También losEriophyoidea, y Tarsonemoidea entre otros. Otra vía es la dispersión con la ayuda de otros animalese insectos.Hábitats y hábitos alimenticios.Iraola (1998), clasificó los ácaros según su forma de vida en:Ácaros de forma de vida libre (no parásitos)Especies depredadoras. Normalmente tienen patas largas, escudo dorsal bien desarrollado y son demovimientos rápidos. Abundan estos depredadores entre los Mesostigmata y Prostigmata.• En el suelo. Viven en la superficie exterior del suelo (musgos, humus y excrementos de losanimales). Se alimentan de pequeños artrópodos y nematodos.• En las partes aéreas de las plantas. Depredan especialmente sobre ácaros fitófagos y otrosartrópodos (Figura 10).Figura 10. Phytoseuilus persimilis / T.urticae• En productos almacenados. Son ácaros de pequeño tamaño, poco esclerotizados que semueven rápidamente. Depredan especialmente sobre los ácaros que se alimentan de losproductos almacenados.• En el litoral marino y zona intersticial. Se alimentan de los invertebrados que acuden aalimentarse de los cúmulos de materia orgánica que se forman al retirarse la marea.• En el agua. Los ácaros acuáticos pertenecen, casi en su totalidad, a los Prostigmataagrupándose en la cohorte Hydrachnidia. Son ácaros relativamente grandes de colores muyllamativos. Es bastante común encontrar en sus patas largas sedas "nadadoras". Se alimentan

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 18de otros ácaros, pequeños crustáceos, isópodos e insectos. Existe una familia, Halacaridae,que ha colonizado los mares.Especies fitófagas.• Subterráneas. Son las que se alimentan de raíces o bulbos, perforando las células yabsorbiendo el contenido, o triturando el tejido con los quelíceros. Se trata de ácaros pocoesclerotizados, de patas cortas y movimientos lentos. Pertenecen generalmente a losastigmata (Figura 11) y Oribátidos.Figura 11. Población de Rhyzoglyphus robini sobre el bulbo de gladiolo de suelos infestados• En las partes aéreas de las plantas. Suelen tener los quelíceros modificados en forma deestilete. Se alimentan introduciendo el estilete en las células epidérmicas de la planta ysuccionando el contenido. Son de movimientos lentos o muy lentos, poco esclerotizados.Pertenecen al suborden Prostigmata (Figura 12).Figura 12. Daños y población de Tetranychus tumidus en hojas de fríjol.

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 19• En productos almacenados. Se alimentan tanto de los productos como de los hongos quepueden crecer en ellos. De color blanco o translúcido, tienen forma redondeada, patas cortasy movimientos lentos. Pertenecen al suborden Astigmata (Figura 13).Especies micófagas.Figura 13. Alta población de acáridos alimentándose en productos almacenados.Muchas especies de ácaros de todos los tipos (excepto los Ixodida) se alimentan de hongos, inclusoácaros que son depredadores. La frontera entre este tipo de ácaros y el siguiente, no siempre es clara.Especies saprófagas.Como en el caso anterior, en la mayoría de los subórdenes existen representantes en esta categoría,aunque la mayor parte pertenecen a los Oribatida. Desempeñan un papel importantísimo en ladescomposición de la materia orgánica y en el reciclaje de los nutrientes. Existen tres categorías quecubren la mayor parte de la materia orgánica:1. Los macrofitófagos que se alimentan de materia vegetal muerta y madera2. Los microfitófagos lo hacen de hongos, bacterias y algas3. Los panfitófagos que no muestran una especialización claraEste autor también incluye las especies foréticas; coprófagas; necrófagas; ectoparásitas yendoparásitas (vertebrados e invertebrados).

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 203. Importancia económica de los ácaros en la agricultura.3.1. Importancia general.Los sistemas agrícolas son simples con respectos a los naturales. La diversidad de especies de ácarosque se encuentran sobre las plantas es menor que la observada sobre la vegetación espontánea. Aello contribuye el monocultivo, practicas culturales, aplicación de químicos u otras que disminuyenla diversidad biológica de los agroecosistemas. Estas particularidades de los sistemas de cultivostiene como consecuencias que aquellas especies adaptadas pueden manifestar oscilaciones en susniveles de población que no son característicos de su patrón de crecimiento en medios naturales. Lascomunidades de ácaros sobre plantas cultivadas son por lo general poco diversas, pero suabundancia relativa es mayor.Los grupos de ácaros asociados a los cultivos pueden ser micófagos, saprófagos y otros como losdepredadores y auxiliares. Estos contribuyen a la disminución de las plagas directamente por suconsumo (fitoseidos) o como alimento (tideidos) para éstos cuando no existen las presas (Plagas)para su alimentación, reproducción y equilibrio en esos sistemas de cultivo, sea sobre los ácaros oinsectos como cóccidos, trips u otros.Los ácaros fitófagos se establecen en las plantas y con ayuda de sus quelíceros succionandirectamente el contenido de células epidérmicas de las hojas y otros órganos, disminuyendo lacapacidad fotosintética y produciendo alteraciones en el crecimiento de las plantas. En las hojasafectadas se incrementa agudamente la transpiración, se rompe el balance hídrico, se interrumpe elproceso de fotosíntesis y se producen pérdidas agrícolas. Esto ocurre cuando los niveles depoblación sobrepasan el límite de fitófagos a plagas agrícolas, siempre asociado a factoresantropológicos, climáticos, tecnológicos y a las particularidades alimenticias, reproductivas yecológicas de algunos de los grupos de ácaros: Eriofidos, Tetranicos, algunas especies de Acáridos yTarsonemidos.Los ácaros plagas pueden afectar los cultivos y producir pérdidas por daños directos de alimentación(Phyllocoptruta oleivora; Eriohpyes guerreronis), además de eficientes vectores de gravesenfermedades virales (Eriophyes tulipae, Brevipalpus spp), eficientes diseminadores de hongos ybacterias (Steneotarsonemus spinki; Rhyzoglyphus spp), así como la inyección de severos tóxicosen el proceso de alimentación (Polyphagotarsonemus latus) y por último se ha observado que en losdaños mecánicos producidos por estos fitófagos aparecen síntomas muy severos en su mayoríaproducidos por organismos oportunistas que agudizan el cuadro de daño y pérdidas de calidad ycantidad de las producciones agrícolas.Las acariosis conllevan al debilitamiento general de la planta, deformaciones de los órganosvegetativos y frutos, reducción de la cosecha. Se señalan 56-65 % de reducción de cosecha de frutosen manzano, 50-65 % en algodón, 47 % en bayas de cerezas, 30 a 70 % del rendimiento en arroz yhasta 70 % de frutas manchadas en cítricos. Frecuentemente los ácaros reducen la producción devegetales, frutos y granos entre otras producciones de interés para la alimentación del hombre y losanimales.Por las características de estos artrópodos y como ya se explicó anteriormente, el desconocimientode las especies fitófagas, y por ende de aquellas que constituyen plagas para nuestros cultivos, es

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 21importante indicar la importancia de establecer en cada país y para cada cultivo de interéseconómico, más aun si se tiene en cuenta que ya están establecidas, barreras cuarentenarias paramuchas plagas de cultivos que su primer objetivo es la exportación, así como limitar la entrada deorganismos exóticos con los riegos económicos y ambientales que producen.3.2. Especies de ácaros de interés para la cuarentena en diferentes países u organismosregionales.Hasta la década de los 70, sólo se encontraba entre las listas de ácaros plagas de interés para lacuarentena de la mayoría de los países en el ámbito mundial, Rhyzoglyphus echinopus (Acaridae).En Cuba se incluía además a Aceria tulipae (Eriophyidae), Panonychus ulmi Koch 1836; Bryobiapraetiosa Koch (complejo) (Tetranychoidea) y Steneotarsonemus (Phytonemus) pallidus Banks1901 (Tarsonemidae). A mediados de los 80, por la diversidad del intercambio y la comercializacióny por la inexistencia de requisitos cuarentenarios sobre los ácaros en la región y en el mundo, y eldesarrollo alcanzado en el conocimiento y control de estas plagas en el país, se flexibilizó el gradode riesgo de este grupo. A partir de 1988, la detección en los cargamentos de P. ulmi Koch 1836;B.practiosa Koch (complejo); Oligonychus coffeae (Nietner) 1955; Brevipalpus lewisi Mc Gregor(Tetranychoidea) y P. pallidus Banks 1901, sólo se aplican las medidas de control orientadas. Sinembargo, en los últimos años del siglo pasado y en los primeros de éste, han aparecido variasorganizaciones regionales y mundiales de Sanidad Vegetal que han elaborado exigenciasfitosanitarias que abarcan un número mayor de especies (Almaguel, 2002).• Brevipalpus californicus (Banks) (Acarina: Tenuipalpides*), por su asociación con elvirus de la leprosis de los cítricos; COSAVE, elaboró una Ficha Cuarentenaria para todos lospaíses miembros (http://www.protecnet.go.cr/cuarentena/leprosis.htm).• Steneotarsonemus pallidus. Fragaria spp. (Frutilla, morango); MERCOSUR, estableció losrequisitos fitosanitarios generales y específicos para el manejo cuarentenario de esta especie(http://www.mercosur.org.uy/espanol/snor/normativa/resoluciones/1996/RES96107.htm)• También aparecen requisitos de la OIRSA, sobre Plagas de cultivos de frutas por insectos ynematodos (http://ns1.oirsa.org.sv/Di05/Di0512/Manualparaelcontrolyaseguramiento-0903.htm) en los países miembros que incluye los ácaros que se presentan en la próximatabla.NOMBRE CIENTÍFICO NOMBRE COMÚN PRODUCTOOligonychus sp., sp. púnica,Araña rojaPanonychus citriAguacate, papaya, mango, piña.Brevipalpus sp., sp. phoenicis Acaro plano, arácnido Cítricos, papaya, mango, guayaba,(Geijskes), (Acari:Tenuipalpidae) falso.maracuya.Phyllocoptruta sp., sp. oleivoraCítricos.Fuente: Morton, N., 1997, Trabanino, R., s/f.* Aparece así en el documento revisado, debía decir Acari: Tenuipalpidae• Listado de plagas cuarentenadas A1. SENASA (http://www.senasa.gob.pe/sanidadvegetal/vigilancia/lista-plagas-a1.htm)Posee un Listado en constante actualización, que tiene

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 22por objetivo definir a las plagas con mayor riesgo fitosanitario para los cultivos y de ellosmostramos las de ácaros de acuerdo a su ordenamiento taxonómico en la siguiente tabla:ÁCAROSHOSPEDANTES1 Aceria sheldoni Cítricos2 Aculus spp. Ciruelo, Durazno, Manzano3 Brevipalpus chilensisFrutales de carozo y Pepita, Vid, Chirimoyo, Frambuesa,Higuera, Cítricos4 Brevipalpus californicus Cítricos5 Brevipalpus formicus Cítricos6 Brevipalpus obovatus Cítricos, Orégano, Vid7 Brevipalpus phoenicis Cítricos8 Bryobia rubrioculus Frutales De Carozo Y Pepita9 Diptacus gigantorhynchus Ciruelo10 Eotetranychus lewisi Cítricos, Papaya, Duraznero, Rosa, Forestales11 Epitrimerus pyri Pera12 Eutetranychus orientalis Cítricos13 Oligonychus coffeae Café14 Oligonychus perditus Coníferas15 Phyllocoptes abaenus Ciruelo16 Phytoptus pseudoinsidiosus Pera17 Steneotarsonemus laticeps Gladiolo18 Steneotarsonemus pallidus Fresa19 Tetranychus pacificus Frutales, Vid• También existen los Requisitos fitosanitarios para la importación de Frutas, hortalizas ytubérculos para consumo fresco o para la industria (GUIA TECNICA ARF 05/INTERNETfeb/2002). El listado incluye como países de Origen: Alemania (De); Argentina (Ar); Bélgica(Be); Brasil (Br); Canadá (Ca); China (Cn); Chile (Cl); Colombia (Co); Cuba (Cu);Ecuador(Ec); El Salvador (Sv); España (Es); Estados Unidos (Us); Francia (Fr); Guatemala (Gt);Holanda (Nl); Honduras (Hn); Israel (Il); Italia (It); Kenia (Ke); México (Mx); Nicaragua(Ni); Noruega (No); Panamá (Pa); Perú (Pe); Puerto Rico (Pr); Taiwán (Tw); Turquía(Tr);Venezuela (Ve), pero sólo presentan referencias a ácaros los indicados en la siguientetabla:

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 23ISONombrecomúnnombre científicoRequisitos fitosanitariosAR(Argent) Ajo Allium sativum Envió libre de Eriophyes tulipae.BR (Brasil) Ajo Allium sativum Envió libre de Eriophyes tulipae.CN China) Ajo Allium sativum Envió libre de Eriophyes tulipae(Bromuro)CL Chile) Ajo Allium sativum Envió libre de Eriophyes tulipaeCL Cebolla Allium cepa Envió libre de Eriophyes tulipaeCL Uva Vitis vinifera Certificado Fitosanitario. Envió Libre deBrevipalpus chilensis.CU(Cuba) Ajo Allium sativum Envió libre de Eriophyes tulipaeUSUSAjo.CualquierEstadoCítricos.CaliforniaAllium sativumCitrus spp.Envió libre de Eriophyes tulipaeNo se autoriza su importación por,Eotetranychus yumensis.GT(Guatem) Ajo Allium sativum Certificado fitosanitario, EriophyestulipaeMX Aguacate Persea americana Envió libre de, Lorrya formosa.MX Ajo Allium sativum Envió libre de, Lorrya formosaMX Arveja Pisum sativum No se autoriza su importacion por:Oligonychus stickneyi• En la Florida, casi cada mes, se descubre un nuevo artrópodo exótico. Algunos resultan serplagas agrícolas serias. Desde 1986, 150 especies de insectos, arañas y ácaros han sidointroducidos y establecido en el estado. Es probable que las poblaciones de algunas de estasespecies no han persistido en la Florida; es igualmente probable que hayan muchos otrosexóticos que no han sido descubiertos. La mayoría de los órdenes están representados, peroalgunos predominan, como Thysanoptera. De 150 especies de artrópodos exóticosestablecidos en la Florida desde 1986 hasta 2000, 9 de ellas eran acarinos y 8 fitoacaros (VerTabla ). El 1 de marzo de 2001, un nuevo ácaro exótico se identificó en Florida, colectadosde una palma (Ptychosperma sp.) en Lauderdale (Broward Co.). Este ácaro (Eutetranychussp) se ha encontrado subsecuentemente en, por lo menos, dos especies de palmas y dos decrotón (Codiaeum variegatum) en la misma vecindad. Es una especie exótica y debe tratarsecomo una plaga potencialmente seria. Recientemente fue encontrado el eriofido Aceriazelkoviana Kim infestando un bonsai (Zelkova serrata Makino) (Ulmaceae), importado de

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 24China en un jardín de la Florida. The Exotic Invasion of Florida(.http://doacs.state.fl.us/~pi/enpp/ento/entcirc/Entcirc74.pdf ) , (Actualizado enero 2001).Familia Especie Año OrigenEriophyidae Acalitus ipomocarneae Keifer 1987 NeotropicalVarroidae Varroa jacobsoni Oudemans 1987 AsiaEriophyidae Tegolophus perseaflorae Keifer 1991 NeotropicalEriophyidae Aceria letchii Keifer 1993 AsiaEriophyidae Cecidophyopsis n. sp. 1995 AsiaEriophyidae Vittacus bougainvilleae Abou-Award & El 1995 ÁfricaBanhawyPhytoptidae Acathrix trymatus Keifer 1996 AsiaEriophyidae Acercia zelkoviana Kim 2000 AsiaEn Australia se indica que aunque hay muchas especies de ácaros que son plagas mayores enagricultura, y aunque ellos ha importado (y continúa importando) varios de esos intrusos, todavíaestán libres de algunos de los más dañinos parásitos de plantas. Nuevas incursiones para la detecciónde una especie exótica, tan pequeña como un ácaro, demuestran que no siempre es fácil, como losrecientes descubrimientos de dos plagas importadas, mucho más grandes - la Hormiga de FuegoRoja y la Hormiga Loca Amarilla. A menudo la introducción de las plagas, se detecta, después quese establecen y se mezclan con la fauna natural, coexistiendo hasta alcanzar altas poblaciones ycomience a causar daño. La clave para resolver esta problemática, es la vigilancia exitosa ydiagnóstico simple y rápido. ( http://www.uq.edu.au/entomology/project1.html#population.).Los elementos antes señalados y la frase final “La clave es vigilancia exitosa y diagnóstico simple yrápido” deben ser bien tomados en consideración en la ejecución de esta importante y difícil tarea dedetectar, caracterizar y limitar los daños y la entrada de especies exóticas al país.

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 254. Caracterización morfológica y bioecológica de las principales familias y especies de ácarosfitófagos.4.1. Clasificación de los ácaros de interés agrícola.Según Evans 1992, la subclase Acari se divide en dos superórdenes: Acariformes (Actinotrichida) yParasitiformes (Anactinotrichida), las cuales a su vez, se dividen en varios ordenes, pero sóloincluiremos los pertenecientes a los de Acariformes, superorden donde están ubicadas las familias yespecies de interés como plagas agrícolas.SUPERORDEN ORDEN FAMILIAACARIFORMES ACTINEDIDOS (= Prostigmata) EriophyidaeTetranychidaeTenuipalpidaeTarsonemidaeACARIDIDOS (= ASTIGMATA)AcaridaeCaracterísticas morfológicas distintiva de cada orden:ACTINEDIDOS: Quelícero generalmente en forma de estilete. Ambulacro de las patas muyvariadas, pero nunca con 3 uñas (Figura 14)ABFigura 14. Vista ventral Tetranychus sp(hembra), mostrando el quelícero transformado en estilete, contenido enel estiloforo(A). Ambulacro con pelos aferradores (B) y garra sin pelos aferradores(C)C

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 26ACARIDIDOS: Palpos pequeños con solo 2 segmentos. Quelíceros quelado–dentados. Ambulacrode las patas con una uña media (empodio) y un pulvillo o almohadilla asociada a ella (Figura 15).Sin estigmas ni peritrema. Ácaros poco esclerotizados, sin placas y con la cutícula blanquecina.A B CDFigura 15. Vista dorsal del gnatosoma y el aparato bucal de acáridos (A), palpos rudimentarios(B); tarso I de lahembra (C) y IV del macho(D), mostrando la carúncula y la garra o uñaClaves para ACTINEDIDOS que agrupan las plagas agrícolas. (Síntesis de la clave de familiasde Actinedidos de García Marí et al, 1994)1. Idiosoma fusiforme y anillado. Ácaros con solo 2 pares de patas, situadas cerca delgnatosoma, y aspecto vermiforme (Figura 16). Ácaros de tamaño muy pequeños, viviendogeneralmente en el interior de agallas u otros tejidos vegetales------------- ERIOPHYOIDEA• Idiosoma de forma variada, pero nunca vermiforme ni anillado. Ácaros con cuatro pares depatas en estado adulto y vida libre.----------------------------------------------------------------- 22. Gnatosoma con palpos y queliceros muy reducidos. Dorso del idiosoma cubierto con unaserie de placas superpuestas, que se aprecian bien cuando se observan los ácaros de perfil.Vientre del idiosoma con apodemas prominentes (suturas) entre los dos primeros pares depatas. Hembra con el par de pata IV mas delgados que los anteriores y terminados en dosquetas (setas, cerdas, pelos) largas. Machos con el IV par de patas muy desarrollado yterminado en una fuerte uña (Figura 17). Ácaros de tamaño pequeño, color marrón o ámbar,poco móviles asociados a hongos melazas o son fitófagos----------------TARSONEMIDAE• Gnatosoma con palpos simples o robustos, pero nunca con un complejo de quetas en formade hoz y pectinadas. Idiosoma sin apodemas ventrales. Adultos con cuatro pares de patasidénticos ----------------------------------------------------------------------------------------------- 33. Parte basal de los quelíceros fusionada formando un estilóforo. Estiletes largos y recurvadosbasalmente ------------------------------------------------------------------------------------------- 44. Palpos robustos, con 5 segmentos y una uña en la tibia. Tarso del palpo transformado enuna estructura en forma de dedo pulgar (proceso palpal), relacionado con la producción deseda (Figura 18). Ácaros globosos de tamaño medio a grande, y colores rojos o

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 27amarillentos, viviendo en colonias mas o menos numerosas y en la parte áreas de lasplantas. Fitófagos.------------------------------------------------------------ TETRANYCHIDAE• Palpos delgados y cilíndricos, de 1 a 5 segmentos, sin uña en la tibia ni proceso palpal(Figura 19). Ácaros de color rojo y pocos móviles. Cuerpo muy comprimidodorsoventralmente y patas cortas(ácaros planos). Fitófagos. ------------ TENUIPALPIDAESeta dorsal Seta subdorsalBase del rostroSeta accesoriaL. submedialLíneaadmedialL. mediaSeta lateral2da seta1era setaventralventral1Seta dorsal1TubérculodorsalFigura 16. Vista lateral de la hembra adulta de eriofidos (A) y dorsal del escudo (B)Figura 17. Vista dorsal y ventral del macho (1) y de la hembra (2)de Tarsonemidae (Stneotarsonemus sp.).

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 28Leyenda de Ce. Setas táctilesf. Seta en forma de clubg. seta en forma de espinah. Perillad. Uña de la tibiaa. Fémurb. Genac. TibiaA BCFigura 18. Vista dorsal (A), ventral (B) y palpo (C) de Tetranychus urticae .

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 29Figura 19. Dolychotetranychus floridanus. Arriba, aspecto dorsal y ventral condetalles del chaetophoro. Abajo izquierda, aspecto dorsal del macho y detalle delchaetophoro, derecha arriba tarso I del macho, debajo, tarso I de la hembra.Figura 19. Dolychotetranychus floridanus. Arriba, aspecto dorsal y ventral con detalles del chaetophoro. Abajoizquierda, aspecto dorsal del macho y detalle del chaetophoro, derecha arriba tarso I del macho, debajo, tarso Ide la hembra.Clave de las especies (plagas agrícolas) por familia más importantes para Cuba. (Síntesis apartir de Moraza, 1999)Clave de las especies de Eriophyidae.1. Opistosoma en forma de gusano, con anillos de igual forma tanto ventral como dorsalmente,al menos en las dos terceras partes anteriores del mismo. Anillos usualmente con muchosmicrotubérculos dorsales y ventrales. Escudo prodorsal no proyectado sobre la base delgnatosoma (ERIOPHYINAE).Tubérculo de la seda del escudo dorsal en o muy cerca delborde posterior del escudo con su eje de rotación transverso; la seda de este tubérculodirigida posteriormente y divergentes. Coxas delanteras con 2 pares de sedas----------------- 2• Opistosoma usualmente fusiforme, con anillos más anchos y poco númerosos en el dorso queen la parte ventral. Anillos con pocos o ningún microtubérculo dorsal, presentes en la parte

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 30ventral. Escudo prodorsal con base ancha y proyección rígida anterior sobre la base delgnatosoma (PHYLLOCOPTINAE)------------------------------------------------------------------ 32. Coloración amarillenta; hembra con garra plumosa de 6 rayos. Escudo dorsal con líneamedia larga que sobrepasa el largo del escudo. Placa genital de la hembra con 9-12 surcoslongitudinales. En Cocos nucifera (Figura 20)-------------------Eriophyes guerreronis Keifer• Coloración blancuzca; hembra con garra plumosa de 7 rayos. Escudo dorsal con línea mediacorta, no llega a la mitad del largo del escudo. Placa genital de la hembra con 10 surcoslongitudinales. En Allium spp.(Figura 21)-------------------------------Eriophyes tulipae Keifer3. Tubérculo de la seda del escudo dorsal usualmente ubicado a cierta distancia del bordeposterior del escudo. Seda dorsal del escudo dirigida anterior, dorsal o convergente. Sedadorsal pequeña. Garra plumosa simple de 5 rayos. Surco dorsal ancho longitudinalmente. EnCitrus spp.(Figura 22) ---------------------------------------- Phyllocoptruta oleivora (Asmead)• Tubérculo de la seda del escudo dorsal en o cerca del borde posterior del escudo. Seda dorsaldel escudo dirigida posteriormente y divergente. Lóbulo frontal del escudo prodorsalusualmente más estrechamente redondeado. Seda dorsal del largo del escudo. Garra plumosade 4 rayos sin surco dorsal. En Solanaceas (Figura 23)-------- Aculops lycopersici (Massee)

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 31Figura 20. Eriophyes guerreronis. Hembra: SA, Vista lateral de la parte anterior del escudo y las patas; ES,microtubérculos laterales; CS, telosoma o región caudal; L1, primer par de patas; F, garra o uña plumosa; DA,patrón del escudo; AP1, estructura genital interna de la hembra; GF1; coxas y genitalia externa de la hembra(Tomado de Keifer et al., 1982)

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 32Figura 21. Eriophyes tulipae. Hembra: S, Vista lateral del cuerpo; A, patrón del escudo dorsal; ES,microtubérculos laterales; F, garra o uña plumosa; GF1, coxas y genitalia externa; AP1, estructura genitalinterna de la hembra de la hembra; L, primer y 2do par de patas (Tomado de Keifer et al., 1982)

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 33Figura 22. Phyllocoptruta oleivora. Hembra: D, vista dorsal del cuerpo; F, garra o uña plumosa; S, vista lateraldel cuerpo; AP1, estructura genital interna de la hembra de la hembra; ES, microtubérculos laterales; GF1,coxas y genitalia externa; SA, vista lateral del rostro, primer y 2do par de patas (Tomado de Keifer et al., 1982)

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 34Figura 23. Aculops lycopersici. Hembra: S, vista lateral del cuerpo; F, garra o uña plumosa; DA, patrón delescudo dorsal; ES, microtubérculos laterales; AP1, estructura genital interna de la hembra; GF1, coxas ygenitalia externa; L, primer y 2do par de patas (Tomado de Keifer et al., 1982)

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 35Claves para superfamilias y familias de ácaros "Tetránicos"(Tomado de Livshitz y Salinas,1968)1 (10) Tibia de los palpos con una uña. Chaetophoro con 6-7 setas, uno o dos pares de setasverticales.............................................. ..(superfamilia TRETRANYCHOIDEA Reck,1952).2 (5) Stilophoro usualmente destacado en la región delantera del cuerpo, su longitud generalmenteno excede en dos veces su ancho. Palpos con 4 segmentos, con uña bien desarrollada en latibia. Chaetophoro siempre con 7 setas. Setas post-anales presentes y setas sub-genitalesausentes. Orificio genital rodeado de pliegues curvos. Tarso I y II generalmente con doblesetas.3 (4) Un par de setas verticales, dos pares de setas anales. Ambulacros reducidos, con una o mássetas y algunas veces reducido.(ver Figs 8,9,14,18).............................1 TRETRANYCHIDAE.4 (3) Uno o dos pares de setas verticales, 3 pares de setas anales. Ambulacros siempre desarrollados,rectos o curvos con no menos de 2 setas. Empodio siempre con setas ................... 2 BRYOBIIDAE.5 (2) Stilophoro no destacado, situado siempre dentro del cuerpo, su longitud generalmente más deldoble del ancho. Palpos con 5 segmentos. Chaetophoro con 6-7 setas. Longitud del hipostoma másdel doble del ancho de la base. No hay setas post-anales, generalmente hay setas sub-genitales. Áreagenital no destacada. Tarso I y II sin doble setas. Hay setas en forma de club o de bastón.6 (7) Chaetophoro con 7 setas. 3 pares de setas propodosomales. Setas anales ramificadas.Ambulacros en su parte ventral usualmente con una hilera de setas............................................................................................................................................................. 3 ALLOCHAETOPHORIDAE.7 (8) Chaetophoro con 6 setas. 4 pares de setas propodosomales. Setas anales no ramificadas.Ambulacros con 2 ó más hileras de setas.8 (9) propodosoma con 2 pares de ojos. Setas genitales más subgenitales 4 pares. No hay setas en elfémur de los palpos. Coxa II con 2 setas.......................................................... 4 TUCKERELLIDAE9 (8) Sin ojos. Setas genitales más subgenitales 3 pares. Fémur de los palpos con setas. Coxa II conuna seta........................................ ...................................................................5 LINOTETRANIDAE.10 (1) Tibia de los palpos sin uña. Chaetophoro no más de 3 setas. Un par de setas verticales (VerFigs 8,19)........................................................................................................... 6 TENUIPALPIDAE.

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 36Clave para géneros de la familia Tetranychidae1 (16) Tarso I con 2 doble seta, tarso II con una doble seta. Hebras con la perilla generalmente biendesarrollada. Seta del fémur de los palpos en los machos convertida en una fuerte espina.2 (3) Propodosoma con un par de ojos. Región dorsal con aspecto reticulado en algunas zonas.Setas del dorso y algunas de las patas con aspecto foliáceo. Fémur I hasta 3 setas. Fémur IVsin setas. Empodio en forma de hoz, desprovisto de proyecciones... 1 TENUIPALPOIDES3 (2) Propodosoma con dos pares de ojos. Dorso con arrugas sin zonas reticuladas. Setas dorsalessin aspecto foliáceo. Fémur I con mas de 3 setas, fémur IV con setas. Hembras con la regiónterminal del empodio dividida en 6 ó 7 agujas o en forma de hoz con hacecillos de agujascercanos a la base.4 (13) Setas dorsales y post-anales en las hembras en número de 15 pares: 2+4+6+4+4+4+2+4=30.Región ventral con 4 setas post-anales.5 (8) Empodio en forma de hoz, hacecillos de aguja en la parte ventral. Hembras con región dorsalmuy convexa. Peritrema sin gancho terminal.6 (7) Setas dorsales gruesas y situadas sobre prominencias bien desarrolladas. Femur IV con unaseta. Tibia I y II con 8 y 5 setas respectivamente. Doble-setas muy próximas en el tarso I(Figura 24)................................................................................................. 2 PANONYCHUS7 (6) Setas dorsales finas y no situadas en prominencias. Mayor cantidad de setas en el fémur IV yen las tibias I y II que en Panonychus. Doble-setas del tarso I también más separadas que en elanterior......................................................................................................... 3 ALLONYCHUS8 (5) Empodios divididos en su porción terminal en 2 - 7 agujas. Hembras con región dorsalligeramente o muy convexa. Región terminal del peritrema a veces en forma de gancho.9 (12) Región dorsal muy convexa. Setas dorsales situadas en grandes prominencias.10 (11) Región terminal del peritrema sin gancho. Hembras con la porción distal del empodio delprimer par de patas dividido hasta la mitad en dos agujas gruesas...............4 PERITETRANYCHUS11 (10) Región terminal del peritrema con ganchos bien definidos. Hembras con la región terminaldel empodio I dividido en un hacecillo de finas agujas................................ 5 NEOTETRANYCHUS12 (9) Región dorsal más aplanada. Prominencias, si las hay, muypequeñas...................................................................................................6 SCHIZOTETRANYCHUS13 (4) Setas dorsales más post-anales en las hembras en número de 14 pares: 2+4+6+4+4+4+4=28 ó2+4+6+4+4+4+2+2=28. Región ventral con 1 ó 2 pares de setas post-anales.

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 3714 (15) Empodio en forma de hoz con hacecillos de agujas en la región ventral. Doble-setas deltarso I situadas próximas .................................... 7 PARATETRANYCHUS (OLIGONYCHUS)15 (14) Empodio dividido en su región terminal en 2 - 7 agujas. Doble-setas del tarso Idistantes.(ver Fig.18)................................................................................. 8 TETRANYCHUS16 (1) Tarsos I y II sin doble-setas. Setas típicas en forma de arco. Perilla del chaetophoro en lashembras recta y más o menos cónicas.17 (20) Empodio pequeño en forma de hoz. Sin proyecciones.18 (19) Setas dorsales más setas post-anales en número de 15 pares: 2+4+6+4+4+4+2+4=30. Dospares de setas post-anales en la región ventral................................... 9 EURYTETRANYCHUS19 (18) Setas dorsales más setas post-anales en número de 14 pares: 2+4+6+4+4+4+2+2=28. Un parde setas pos-anales en la región ventral.............................. 10 EURYTETRANYCHOIDES20 (17) Sin empodio ................................................................................. 11 EUTETRANYCHUSClave para identificar especies del género Tetranychus1 (4) Tarso I de las hembras con las setas proximales dispuestas en una línea a nivel de la segundadoble-seta.2 (3) Perilla del aedeagus sin proyección posterior ............................................. 1 T. ludeni Zacher3 (2) Perilla del aedeagus con proyección posterior ....................................... 2 T. desertorum Banks4 (1) Tarso I de las hembra con las setas proximales detrás de la segunda doble-seta.5 (8) Empodio I de las hembras con gancho bien desarrollado, no menor que un tercio del largo delas agujas.6 (7) Proyección anterior del aedeagus redondeada y prominente, proyección posterior corta yaguda .......................................................................................................... 3 T. tumidus Banks7 (6) Proyección anterior del aedeagus corta y angulosa, proyección posterior larga y aguda enforma de pico de ave ...................................................................... 3 T. mexicanus (McGregor)8 (5) Empodio I de las hembras sin gancho o con gancho muy poco desarrollado.9 (10) Perilla del aedeagus redondeada, su proyección anterior más desarrollada que la proyecciónposterior ........................................................................................ 5 T. neocaledonius André10 (9) Proyección posterior del aedeagus aguda.

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 3811 (14) Perilla del aedeagus asimétrica, el eje longitudinal de la perilla forma un ángulo con el ejelongitudinal del mango.12 (13) Proyección posterior de la perilla del aedeagus considerablemente más larga que laproyección anterior ............................................................................. 6 T. marianae (McGregor)13 (12) Proyección posterior de la perilla del aedeagus no más larga que la proyección anterior......................................................................................................... 7 T. cinnabarinus (Boisduval)14 (11) Perilla del aedeagus simétrica, su eje longitudinal paralelo al eje longitudinal del mango.Proyecciones anterior y posterior cortas y con el mismo ángulo................... 8 T. telarius (Linnaeus)GENERO EUTRANYCHUSCuerpo de las hembras muy ancho, dorsalmente convexo, las setas dorsales más post-anales suman15 pares: 2+4+6+4+4+4+2+4=30. Dos pares de setas post-anales. Setas dorsales de largo y formavariables, pueden o no estar situadas en prominencias. Región terminal del peritrema erecta ydebilmente ensanchada. En los tarsos I y II no se encuentran las doble-setas típicas, sino setassensoriales en forma de arco. Empodios completamente reducidos.Se conocen cuatro especies que son: E. banksi, E. schultzi, E. spinosus y E. pantopus.Para Cuba solose conoce como fitófago E.banksi asociado a los cítricos.Clave para identificar especies del género Schizotetranychus1 (2) Setas dorsales en el histerosoma más cortas que la distancia entre-filas de setas. Tibia I con 8setas táctiles. Ramas del empodio divididas, sólo en la región terminal, en 3 agujas muy finas.Perilla del chaetophoro 2.5 veces más largas que su ancho.... 1 Sch. caribbeanae (McGregor)2 (1) Setas dorsales en el histerosoma más no más cortas que la distancia entre-filas de setas.Tibia I con 9 setas táctiles. Ramas del empodio con 3 pares de agujas bien desarrolladas.Largo de la perilla igual a su ancho ......................... ....................2 Sch. planki (McGregor)

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 39Aspectos de la morfología de los Tenuipalpidae (Figura 24; ver además Figs 8 y 19)DCSetas de A:a,b,c- Intercoxalesd- Pregenitalese-GenitalesSetas de B:g- Verticalesh- Escapularesi- Centralesj- Sublateralesk- LateralesA 1.Figura 24. Hembra de Tenuipalpidae: Vista ventral (A) y dorsal (B) con detalles de la placa anal y genital y elpatrón de setas. Detalle del palpo (C) y el tarso II (D) (Livschitz y Salinas , 1968)Clave para géneros de la familia Tenuipalpidae (Ver Figs 8, 19 y 24)1 (2) Palpos con 3-4 segmentos. Dos pares de setas anales. 12-14 pares de setas dorsales. Un par desetas sublaterales o carentes de ellas.2 (7) Cuerpo ancho o medianamente ancho. Coxas III y IV situadas en la mitad del cuerpo. 12-14pares de setas dorsales.3 (6) Cuerpo oval u ovoide sin depresiones laterales a nivel de la coxa IV. Sin setas flageladas enla región terminal del cuerpo. Región dorsal del histerosoma generalmente con dos órganos enforma de cráter. Palpos con 4 segmentos. Un par de setas intercoxales II, situadas a nivel de lacoxa III. Detrás de la sutura que divide ventralmente el propodosoma del histerosoma. Un parde setas intercoxales III. Placa pregenital bien desarrollada.4 (5) 13-14 pares de setas dorsales. Un par de setas sublaterales. Las setas de la placa pregenitalsituadas en la región media. Seta sensorial del tarso I en situación dorsal, larga y aguda....................................................................................................................... 3 CENOPALPUS5 (4) 12-13 pares de setas dorsales. Sin setas sublaterales. Setas de la placa pregenital situadas en eltercio posterior. Seta sensorial del tarso I en situación dorsal, corta y ancha...................................................................................................................... 4 BREVIPALPUS

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 406 (3) Cuerpo generalmente deprimido lateralmente, a nivel de la coxa IV, que le da aspecto de perao seta. El borde de la región terminal generalmente con 2 setas flageladas. 2 círculos en laregión dorsal del histerosoma. Palpos con 1-3 segmentos. 1-2 pares de setas intercoxales II,situadas delante del surco que divide ventralmente el propodosoma del histerosoma. Hasta 6pares de setas intercoxales III. Placa pregenital debilmente desarrollada... 5 TENUIPALPUS.7 (2 ) Cuerpo alargado. Coxas III y IV desplazadas hacia el tercio posterior del cuerpo. 11-12 paresde setas dorsales .................................................................... 6 DOLICHOTETRANYCHUSClave para identificar especies del género Brevipalpus1 (4) 6 pares de setas laterales. Región dorsocentral del propodosoma lisa.2 (3) Tarso II con 2 setas sensoriales dorsalmente.................... 1 B. phoenicis (Geijskes)3 (2) Tarso II con 1 seta sensorial dorsalmente..........................2 B. obovatus Donn4 (1) 7 pares de setas laterales. Región dorsocentral del propodosoma lisa o con retículo.5 (6) Región dorsal sin retículo. Órganos de cráter bien delimitados en forma de embudo.6 (5) Región dorsal del cuerpo con retículo. Órganos de cráter con aspecto estrellado.7 (8) Región dorsocentral del propodosoma lisa. Tarso II con una seta sensorial dorsalmente. Ninfacon las setas propodosomales y laterales de igual longitud, bien desarrolladas, lanceoladas ymuy pubescentes .............................................................. 3 B. pseudolillium Livschitz n. sp.8 (7) Región dorsocentral del propodosoma con retículo. Tarso II con 2 setas sensorialesdorsalmente. Ninfa con las setas verticales y segundo y tercer par de setas laterales muycortas .............................................................................................. 4 B. californicus (Banks)Género Dolichotetranychus.Cuerpo de las hembras alargado, a veces con una ligera depresión lateral, delante de la coxa III. Sincorona. Arrugas del dorso longitudinales. Sin arrugas transversales entre el metapodosoma y elopistosoma. Setas dorsales filiformes; estas suman 11-12 pares; entre ellas, el histerosoma presenta:dos pares dorsocentrales, 0-1 par de setas sublaterales y 6-7 pares laterales. Palpos con 3segmentos. Coxas III y IV situadas en el tercio posterior del cuerpo, más desplazadas hacia atrásque en otros géneros de ácaros de cuerpo plano.Especie: floridanus (Banks), es un fitófago, que alcanza el status de plaga( muy restringida),ocasionalmente en Ciego de Ávila, Camagüey.

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 41Morfología de Tarsonemidae (Tomada de Beer y Nucifora,1965)(Figura 25)Morfología externa de Tarsonemidae(Beer y Nucifora 1965)1. Hembra típica de Tarsonemidae.A: Vista dorsal ( nomenclatura de las setas) B: Vista ventral ( los apodemas)P1 y P2, primera y segunda seta propodosomalta, apodema transversal PS,órgano pseudoestigmático; Pe, pediceloga, apodema genitald1, seta dorsal y dc, dorso central histerosomalesst, seta subterminal y te, seta terminal de la pata IV2. Macho típico de TarsonemidaeA: Vista dorsal (nomenclatura de las setas) B: Vista ventral ( los apodemas)P1, P2, P3 y P4, setas propodosomales dorsales ap1, ap2, ap3 y ap4, apod. ventralesH1, h2, h3 y h4, setas histerosomales dorsales am, apod. Medio anteriorgp, papila genitalte, apod. transversalCS, envoltura quericeralmp, apod. Medio posteriorC: pata IV del macho.v1, primera y v2 segunda seta femoral ventral; t1, seta táctil de la tibia; d1, seta dorsal femoralFigura 25 Morfología de Tarsonemidae (Tomada de Beer y Nucifora,1965)

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 42Clave de las especies de Tarsonemidae1. Hembra y macho con 4 pares de sedas coxales metapodosomales. Hembra con idiosomaoval. Pata I con garra empodial fuerte(Figura 27)------- ---------- Polyphagotarsonemuslatus (Banks)• Hembra y macho con 2 pares de sedas coxales metapodosomales------------------------------- 22. Hembra y macho con idiosoma elongado Presencia de lámina hialina bien desarrollada enel borde interno de la pata IV del macho (Figura 26 y 28). Ambos sexos tienen elgnatosoma tan largo como ancho. Estigma en la hembra localizado cerca de la seda v1.Apodemas sejugales y postesternales reducidas. Palpos cortos convergentes adosados a lacápsula gnatosomal; la seta espinosa subunguinal del tarso I y la unguinal ú del tarso II y IIIes hendida o truncada apicalmente. Encontrado usualmente en Monocotiledóneas-------------------------------------------------------------------------------------------------Steneotarsonemus Beer• Hembra y macho con idiosoma oval o piriforme. Carecen de lámina hialina en la pata IV delmacho, de tener esta es pequeña. Gnatosoma más largo que ancho. Estigma en la hembraalejado de la seda v1. Apodemas sejugales y postesternales bien desarrollados Palposalargados; la seta espinosa subunguinal del tarso I y la unguinal ú del tarso II y III termina enpunta. Sobre muchos substratos ---------------------------------------- -Tarsonemus Can. & Fanz.Polyphagotarsonemus latusSteneotarsonemus sp.Tarsonemus sp.Figura 26 Modificaciones morfológicas de la pata IV del macho, en varios géneros de la familiaTarsonemidae(Polyphagotarsonemus, Steneotarsonemus y Tarsonemus).

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 43Hembra de P.latusMacho de P.latusFigura 27. Polyphagotarsonemus latus. Vista dorsal y ventral de la hembra y el macho; características de las setasy del IV par de patas de ambos sexos(Almaguel, 1978).

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 44Macho S.spinki1. Vista dorsal2. vista ventralHembra de S.spinki3. Vista dorsal4. vista ventral5 y 6. Pata I y II del macho7 y 8. Pata I y II de la hembra9. Órgano pseudoestigmáticode la hembra de S.spinkiFigura 28. Steneotarsonemus spinki: Vista dorsal y ventral del macho y la hembra. Características de las patas,patrón y del órgano pseudoestigmático (Tomado de Smiley,1967).

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 45Morfología de Acaridae (Figura 29)QuelícerosHipostomaEscudo dorsalApodemasSeta coxalSetas genitalesvi y ve= setas verticales,interna y externaSci y sce = setas escapularesAedeagusVentosa analGlándula opistosomald = setas dorsocentrales (1,2,3,4)h = setas histerosomales (e,i)l = setas laterales (a,p)sa= setas anales(e,i)pa = setas paranales(1,2)BursacopulatoriaFigura 29. Rhizoglyphus echinopus. Arriba, Macho; Abajo, hembra: Vista ventral y dorsal de ambos sexosmostrando la morfología externa y de utilidad para la identificación de los acáridos.

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 46Clave de las especies de Acaridae (Figura 29)1. Seda vertical externa ve cerca del ángulo anterior del escudo propodosomal dorsal al mismonivel que vi o ligeramente posterior----------------------------------------------------------------2• Seda ve rudimentaria o ausente; cuando este presente, cerca del medio del borde lateral delescudo propodosomal----------------------------------------------------------------------------------42. En la gena I , sigma 1 es mas de tres veces el largo de sigma 2.Garra de la hembra nuncabífida. Fémur del macho con un proceso cónico ventralmente -------------------------Acarus L.• En la gena I, sigma 1 menos de tres veces el largo de sigma 2. Fémur del macho sin procesocónico-----------------------------------------------------------------------------------------------------33. Seda escapular interna sci más larga que la escapular externa sce. Quelíceros y patas pococoloreadas-------------------------------------------------------------------- Tyrophagus. Oudemans• Seda escapular interna sci más corta que la escapular externa sce. Quelíceros y patas de colorrojo marrón ----------------------------------------------------------Aleuroglyphus ovatus (Tropeau)4. Cutícula finamente ornamentada con un patrón reticulado-------------------Suidasia Oudemans• Cutícula lisa ---------------------------------------------------------------------------------------------55. En los tarsos I y II, la seda ba es en forma de espina cónica robusta y situada cerca deomega1----------------------------------------------------------------------------------------------------6• En tarso I y II, la seda ba es alargada y fina--------------------------------- Caloglyphus Berlese6. Macho con dos pares de sedas post anales. Hembra con los dos pares posteriores de sedasanales mucho más largas que las otras----------------------------- Rhizoglyphus setosus Manson• Macho con un par de sedas post anales. Seda sci corta (6-22 μ m). Hembra con los dos paresposteriores de sedas anales de igual tamaño que las otras--- --Rhizoglyphus robini Claparede

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 474.2. Ciclo evolutivo de las principales familias de ácaros fitófagos.Se refiere a los diferentes estados de desarrollo por los cuales pasan los ácaros desde el huevo hastael adulto (todos los referidos en estos grupos son ovíparos); estos artrópodos en general pasan porlos siguientes estadíos; huevo, larva, ninfa y adulto; dentro del estado ninfal se pueden presentardiversos estadíos: protoninfa o ninfa I, deutoninfa o ninfa II y tritoninfa o ninfa III. A partir delestado larval, entre uno y otro estado y/o estadio se produce un estado inmóvil de reposo o muda.Este patrón de desarrollo varía en función de los grupos; para eriofidos del huevo emerge unindividuo, que por sus características morfológicas y ontogénicas corresponde al estadio de ninfa I oprotoninfa, se produce la muda y aparece deutoninfa, muy semejante al adulto, pero algo máspequeña, de color más claro y un desarrollo incompleto del aparato genital. El desarrollo larvalpuede ocurrir en el período de incubación del huevo, que para todos los ácaros es el mas largo yrepresenta algo más del 50% del tiempo total. El adulto y los estadíos móviles de eriofidos poseensolo 2 pares de patas (Ver esquema).HuevoAdultoEriofidosProninfaDeutoninfaLos tarsonemidos presentan el ciclo de vida más simple y corto, dentro del grupo de los ácarosfitófagos. Pasa por 3 estados: huevo, larva y adulto (hembra y macho, dimorfismo sexual bienmarcado desde la parte final de su única muda), no hay verdaderas ninfas, el adulto se forma dentrode la piel de la larva en muda o larva inactiva o falsa ninfa, ésta es hexápoda, pequeña y de colormás claro que los adultos y se le llama larva activa (Ver esquema)HuevoTarsonemidosAdultoLarvaAl contrario que los tarsonemidos los acáridos poseen el ciclo más complejo y largo de los ácaros queestamos estudiando, posee el número de estados clásicos antes señalados, pero presenta tres estadíosninfales, además en condiciones adversas en particular en el estadio de deutoninfa, produce una ninfaheteromórfica o Hipopus, muy resistente a estrés ambientales, alimentarios y muy eficiente para ladiseminación forética, al menos en Rhyzoglyphus robinii y R. setosus, es facultativa y es la formamas común de sobrevivencia en suelos sin restos de cosechan cultivo; en las condiciones de Cuba sonmóviles, a pesar de que muchos autores han planteado lo contrario. Presentan muchas modificacionesmorfológicas con respecto a los estadíos ninfales normales y al adulto. Existen claves taxonómicaspara su determinación (Ver esquema).

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 48HuevoAdultoAcaridosTritoninfaLarv aHipopusDeutoninfaProtonPara los tetranicos y tenuipalpidos se cumple el esquema clásico; 4 estados (huevo, larva, ninfa yadulto, en general con dimorfismo sexual evidente en muchas especies), duración mayor que la delos eriofidos y menor que la de los acaridos (Ver esquema)HuevoAdultoDeutoninfaTetranicosTenuipalpidosLarvaProton.En general, la duración del ciclo biológico de los ácaros, depende no sólo de sus característicasgenéticas, sino que es muy dependiente de la temperatura ambiente y de otros factores como lahumedad relativa y la alimentación.

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 494.3. Características bioecológicas y medidas de lucha de las principales especies de ácarosfitófagos por familia y cultivo, según los resultados obtenidos en Cuba.4.3.1. Especies por familias.Eriophyiidae• Phyllocoptruta oleivora Ashmead.• Eriophyes guerreronis Keifer.• Eriophyes tulipae Keifer.• Vasates ( Aculops) destructor (Keifer).Tetranychidae• Tetranychus tumidus Banks.• Panonychus citri (Mc Gregor).• Eutetranychus banksi(Mc Gregor)• Schizotetranychus caribbeanae (Mc Gregor).Tarsonemidae• Polyphagotarsonemus latus Beer y Nucifora.• Steneotarsonemus spinki SmileyTenuipalpidae• Brevipalpus phoenicis (Geijskes).Acaridae• Rhizoglyphus setosus.• Rhizoglyphus robini.

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 504.3.2. Especies plagas por cultivos agrícolas.4.3.2.1 Arroz (Oryza sativa)Los ácaros tetraniquidos señalados en Cuba no han tenido interés económico y sólo en algunospaíses suramericanos se han observado daños de estas especies. Sin embargo desde finales de 1997,se detecto por primera vez, la presencia del ácaro Steneotarsonemus spinki Smiley (Acari:Tarsonemidae). Asociado con los síntomas de este ácaro se registró la presencia del hongoSarocladium oryzae (Sawada) Gams & Hawksw en áreas de cultivo de arroz en Nueva Paz LaHabana, produciendo la enfermedad conocida en Cuba como “Vaneado de la panícula y pudriciónde la vaina de arroz”.S. spinki, se presentó en China a mediados de la década de los años 70 al Sur del río Yangtse y seregistraron pérdidas en sentido general del 30%. En Taiwan (1976) causó severos daños de 20-60%de granos vacíos, equivalentes a 20 mil ton métricas. Además de los daños directos, este ácarotransporta las esporas del hongo Acrocylindrium (Sarocladium) oryzae Sawada, el cual causapudrición de la vaina y manchado del grano y lo nombran “síndrome de esterilidad del grano”.4.3.2.1.1 Steneotarsonemus spinki, Smiley (Ácaro del vaneado de la panícula del arroz)Características biológicas. En los ensayos de laboratorio realizados en Cuba, este ácaro alcanzó unaduración del desarrollo de huevo a adulto de 11.33 días y 4.88 a 20 y 34º C, umbral mínimo dedesarrollo de 16 ºC con 45 a 55 generaciones al año.El ácaro vive y se desarrolla en el interior de las vainas de todas las hojas, preferiblemente en laparte basal (Foto 1,2). La mayor incidencia del ácaro se favorece por altas temperaturas,disminución de las lluvias, por la aplicación de fertilizantes y alta densidad de siembra. El ácaro sedisemina en el campo, al trasladarse de una planta a otra, por medio de fuertes vientos, por el agua ypor otros insectos.En los experimentos de dinámica de población del ácaro y sus enemigos naturales en parcelasexperimentales en Cuba, los máximos de población coincidieron con la fase de emersión o salida dela panícula; los incrementos mayores los alcanza a medidas que se aproximan los meses máscalientes del año, se acortan los ciclos del ácaro y sobreviene un mayor número de generaciones. Elácaro no vive en la semilla pero las plantas pueden infestase desde los primeros 20- 30 días degerminadas.Síntomas y daños. Los síntomas consisten en panículas vanas, algunas con curvaturas anormalesdel pedúnculo y las que están en fase de maduración permanecen erectas. Los granos vanos,deformados (Foto 3),o)(Foto 4). En las vainas de las hojas banderas se observa pudrición visible a lolargo de los bordes de estas y partiendo del punto de salida de la panícula (daño de Sarocladiumoryzae). En Cuba se produjeron perdidas de 2 t/ha.

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 51Foto 1. Vista interior de la vaina de la hoja deArroz, población del ácaro (circulo rojo) y connecrosis producidas por la alimentación deS.spinki.Foto 2. Vista exterior de la vaina de la hoja deArroz, con necrosis producidas por la alimentaciónde S.spinki en su interiorFoto 3. Puntos necróticos, granos vanos y deformados,por la alimentación de S.spinki en la cara externa einterna del grano en la primera fase de su formación.Foto 4. Granos parcialmente llenos y llenosmuy manchados (manchas aisladas,generalizadas, desde color pardo claro, todaslas tonalidades hasta el negro).resultado deldaño de S.spinki y S.oryzae.

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 52Distribución y plantas hospederas. Desde 1985 S.spinki, ha sido considerado como plaga delarroz de toda el Asia Tropical. No se ha encontrado información sobre su presencia, en otras áreasgeográficas, sin embargo esta especie fue descrita por R. Smiley en 1967, como nueva especie parala ciencia, colectados sobre Sogata(Tagasodes) orizicola Muir en la localidad de Boton Rouge,Lusiana , E. U. Desde 1999 esta totalmente distribuido en Cuba y fue señalado desde finales de1998 para Republica Dominicana y Haití.Los hospedantes silvestres de este ácaro, Eleusine indica, Lingnania chungii, Schizostachyumfunghumi, Imperata cylindrica, Leersia hexandra y Paspalum sp. sólo se indican para lascondiciones de la Republica Popular China, como hospedantes alternativos. En Cuba hastadiciembre de 2000 el ácaro no ha sido detectado sobre plantas asociadas y botánicamente similaresal arroz.Métodos de lucha. Según los resultados obtenidos en Cuba la dificultad para el control de esteácaro esta dada por sus características etológicas y no por su alto potencial reproductor, la ubicacióndel ácaro en el interior de las vainas de todas las hojas del arroz, su frecuencia y abundancia en labase de las mismas lo hacen invulnerable a la acción de la mayoría de los productos químicos ybiológicos.Actualmente se aplica un sistema de monitoreo y registro dentro de un programa de Prevención ycontrol que incluyen medidas legales, fitotécnicas y de intervención dirigidas de químicos ybiológicos.4.3.2.2 Cítrico (Citrus spp)Los cítricos constituyen el segundo cultivo de importancia económica en Cuba. Citrus sinensis (L)es la más extendida y le siguen Citrus paradisi Macf y Citrus latifolia Tan. Se conocen un grannúmero de especies de insectos y ácaros fitófagos, parásitos y depredadores, así como algunasenfermedades de gran significación en algunas especies citrícolas. El ácaro Phyllocoptruta oleivoraconstituye una de las plagas más importantes por sus daños y distribución a nivel nacional, consignificación ocasional o local, se señala a Polyphagotarsonemus latus, Panonychus citri;Brevipalpus phoenicis; Eutetranychus banksi y otras especies del género Tetranychus.4.3.2.2.1 Phyllocoptruta oleivora (ácaro del moho).Características biológicas. Las ninfas (I y II) similares al adulto, pero más pequeñas, presentan dospares de patas, cuerpo en forma de cuña y de color blanco hasta amarillo pálido o beige(Foto 5). Elhuevo es ovalado blanco hialino. No hay dimorfismo sexual.Completa su ciclo de vida entre 7 - 11 días a temperaturas de 28 - 31 ºC y 20 - 22 ºCrespectivamente. Las hembras ponen hasta 18 huevos en 7, 5 ± 2,6 días, con puestas máximas entreel 3º y 5º día.

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 53Foto5. P. oleivora, población en frutos de naranja“Valencia”, adultos en forma de cuña (marcadosen circulo)Las condiciones favorables para el desarrollo de Phyllocoptruta oleivora en Naranja Valencia, estánenmarcadas en temperaturas de 22 ºC a 29,5 ºC, con óptimos de 25 - 27,5 ºC y 70 - 80% de humedadrelativa. La humedad relativa no es un factor limitante en nuestras condiciones, pero favorecen elincremento del patógeno Hirsutella thompsonii (temperaturas por encima de 27.5 ºC y más de 80%de humedad relativa)(Foto 6).Foto 6. P.oleivora parasitado por H.thompsonii (Microfotográfica tomada deCabrera, 1977)En la región de La Habana los meses óptimos para el desarrollo del ácaro del moho son mayo, junio,julio y agosto, con condiciones favorables septiembre y octubre; aunque en esta etapa la limitacióndel crecimiento es biológica por los incrementos del hongo patógeno. Las condiciones pocofavorables se presentan en febrero, noviembre y diciembre; la disminución del ácaro en estos mesesestá asociada a bajas temperaturas y al efecto de la maduración de los frutos.Síntomas y daños. En las hojas los síntomas iniciales no se detectan; en aquellas con niveles altosde población se observa deshidratación (hojas encartonadas) y al estereoscopio se definen comopuntos necrosados (apariencia ferrumbrosa o con moho)(Foto 7).En los frutos jóvenes el daño seinicia cuando la población alcanza una densidad de 15 ácaros por cm², se produce una decoloraciónde la corteza del fruto, de amarillo tenue o plateado que en un período de 2-3 semanas se transformay adquiere un color pardo oscuro. (Foto 8 ,9).

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 54Foto 7. Daño de P.oleivora en hojas denaranja “Valencia” (Puntos herrumbrosos). Foto 8. Daño inicial de P.oleivoraen frutos de naranja “Valencia”Foto 9. Daño tardío de P.oleivoraen frutos.Los mayores daños aparecen en junio y en algunos años en julio y agosto. Los daños tempranospueden producir rotura de la cutícula del fruto y disminuciones significativas de vitamina C ycambios en el contenido de azúcar, las pérdidas más notables se encontraron a partir de dañosfuertes, que ocupen mas del 50% de la superficie del fruto.Distribución y plantas hospedantes. El ácaro del moho vive y se desarrolla en todas las variedadesy especies citrícolas que se conocen en nuestro país y está presente en todas las zonas productoras,jardines y patios. Sus daños son más severos en Naranjas (Citrus sinensis L) en especial en laValencia, le siguen las Toronjas (Citrus paradisi Macf) y las Limas (Citrus latifolia Tan) enMandarinas (Citrus reticulata Blanco) y otras especies de menor importancia económica.Señalización y pronóstico. La metodología de señalización introducida actualmente en el país(1990) recoge además de la síntesis del comportamiento de Phyllocoptruta oleivora (biología,dinámica, daños entre otros) un sistema de monitoreo y conteo del ácaro y el hongo patógenoHirsutella thompsonii y los umbrales de tolerancia en hojas y frutos de ambos elementosbiológicos. Se indica que durante enero, febrero, marzo antes de la brotación anual se utiliza de 15 -30% de hojas ocupadas como umbral y en la etapa de fructificación hasta 10% de frutos con hasta10 ácaros/cm² siempre que los niveles de H. thompsonii sean inferiores a 30%.Enemigos naturales y lucha biológica. En condiciones naturales se han observado nivelesimportantes de parasitismo del ácaro por el hongo H. thompsonii Fisher. Se ha encontrado el ácaroAgistemus sp. (Stigmaidae) asociado a población de Phyllocoptruta oleivora.

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 55Desde los años 90 se hacen producciones de H. thompsonii en Centro de Reproducción deEntomófagos y Entomopatógenos (CREE) en diferentes regiones citricolas del país, con el objetivode colonizar este patógeno. En condiciones naturales este hongo se encuentra todo el año, alcanzaporcentajes altos de parasitismo a partir de finales de mayo y hasta octubre, de manera que durantemarzo, abril, hasta mediados de mayo, que es la época de grandes riesgos de daños por P. oleivora,este patógeno no logra mantener el ácaro por debajo de los niveles de tolerancia, determinadoespecialmente por límites climáticos (humedad relativa - temperatura)Durante 1991 - 1993 se terminaron trabajos de investigación y extensión que demostraron lafactibilidad biológica y práctica de la utilización de un preparado a base de Bacillus thuringiensis(Bt-13) para el control del ácaro, compatible con H. thompsonii, y la mayoría de los plaguicidas,excepto oxicloruro de cobre, producto restringido en el cultivo por su incompatibilidad con el hongoentomopatógeno y responsable de la proliferación del ácaro del moho entre otros desordenes queproduce su utilización en el cultivo.Lucha química. Hasta los años 1980 - 85 en Cuba se realizaban más de 10 aplicaciones para elcontrol de P. oleivora, especialmente con zineb, dicofol y azufre entre otros, utilizando de 15 - 30%de hojas ocupadas (infestadas) como umbral de aplicación (o señal). A partir de 1985 con elconocimiento de la dinámica de población, los daños y otros elementos de esta importante plaga, sereelaboró la concepción de lucha. Se eliminó el doble tratamiento de zineb, se introdujo el uso dedosis reducida de bromopropilato y se indicaron umbrales diferenciados por fases de desarrollo delciclo anual del cultivo en función de la especie o variedad. En algunos territorios aun se realizanhasta 4 aplicaciones de zineb o bromopropilato. Según los resultados de la lucha química dirigida seha demostrado que con dos aplicaciones y protegiendo el parasitismo natural de H. thompsonii seobtiene buena calidad y cantidad de frutos por árbol. En 1993 con la introducción de Bt-13 se pudosustituir las aplicaciones químicas contra este ácaro y se obtuvieron resultados similares que enaquellas parcelas donde se utilizaron medios químicos.4.3.2.2.2 Polyphagotarsonemus latus (ácaro blanco)Características biológicas. P. latus completa su ciclo en 4,29 ± 0,9 días en hojas y de 3 - 4 días enfrutos de Lima Persa con 6 - 17% de mortalidad a 22,4 ± 1,9 ºC y 63 ± 8% de humedad relativa conRo= 20,09 (hembras /hembras / generación), r = 0,93 (individuos /hembra /días) y T = 3,22(duración total de una generación) superiores a los obtenidos en otras variedades o especiescitricolas.

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 56El umbral mínimo de desarrollo del ácaro blanco está entre 8 - 11 ºC, la suma de temperaturaefectiva para completar el ciclo es de 51,1 ± 6,8 grados/ días; con sobrevivencia mínima (40%) a los15 ºC y máxima (80%) a 22,2 ± 2,3 ºC en condiciones ambientales. El 94 - 97% de los cambiosocurridos en la velocidad de desarrollo de este ácaro depende de la temperatura. Además de losfactores señalados se ha observado un fuerte efecto denso dependiente a partir de 16 adultos/ hojasse manifiesta por disminución de la puesta y del número de hembras/ hembras y un incremento de lamortalidad de los estadíos inmaduros.El ácaro blanco se encuentra durante todo el año en la plantación (Foto 10), pero de septiembre aenero, sus poblaciones son muy bajas y se localizan en órganos jóvenes que brotan fuera de losciclos fundamentales de la planta.B10 B. Macho con ninfa cargada para aparearse(estereoscópica)CA10 C. Hembra adulta y huevo(Tomada de Internet)Foto 10. Polyphatarsonemus latus10 A. Población en hojas de “Lima persa” (vistaestereoscópica).Síntomas y daños. Este ácaro provoca deformación y bloqueo del crecimiento en los brotesjóvenes de la planta (B, C ó D) (Foto11)y es característica la asimetría foliar como daño típico encítrico. En fruto el síntoma inicial es clorosis amarilla - verdosa que cambia a colores más intensos yfinalmente la superficie se suberifica con apariencia plateada(Foto 12)

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 57Foto 11. Número de hojas en brotes deL.persa dañado por P.latus, comparadocon los sanosFoto 12. Daño inicial y final de P.latusen frutos de “Lima persa”.Distribución y plantas hospedantes. Es una especie cosmopolita y polífaga desde 1918 se conoceen Cuba sobre Limón (Citrus limonum L) y actualmente vive sobre todas las especies y variedadesde cítrico, pero cobra importancia económica fundamentalmente en la región occidental del país,particularmente en Lima Persa (Citrus latifolia) por los daños que produce en los brotes y frutos.Puede ser importante en algunas localidades sobre Toronja (Citrus paradisi).Señalización y pronóstico. En general en el país y en particular en la región occidental se realizadesde 1985, el muestreo sistemático durante los meses de enero a junio en limas y toronjas y sehacen los tratamientos según los umbrales establecidos y en la actualidad con dos aplicaciones seresuelve el control de esta especie en años normales.Enemigos naturales y lucha biológica. Desde 1978 se conoce el hongo H. thompsonii comopatógeno potencial de P. latus, pero en condiciones de campo no se ha observado. En 1993 seintrodujo el control con Bt-13, efectivo para el control del eriofido, tetranicos y otros ácarosfitófagos del cultivo.Lucha química. Todos los productos químicos utilizados en el cultivo regulan cierto nivel depoblación de P. latus excepto dimetoato y malathion. Son efectivos zineb+citol, azufre y muysimilar al dicofol, oxicloruro de cobre+citol, estos productos se utilizan para el control de P.oleivora y Mycosphaerella citri (mancha grasienta). Tradicionalmente en Cuba se utiliza dicofolpara el control de P. latus con buena eficiencia.

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 584.3.2.2.3 Panonychus citri (ácaro rojo de los cítricos)Actualmente este ácaro no constituye plaga de importancia económica en las plantaciones de cítricoen producción, esto se debe esencialmente a la regulación de los plaguicidas y el establecimiento delos enemigos naturales en el cultivo.En condiciones de viveros en La Habana, se presenta clorosis y reducción del crecimiento de lasplantas con proliferaciones de P. citri motivadas por aplicaciones indiscriminadas de plaguicidas. En1992-93 se demostró la eficiencia de la liberación (inoculación) y protección de ácaros depredadoresespecialmente Phytoseiulus macropilis Athias-Henriot, Amblyseius aerialis y otras especies defitoseidos asociados a los ácaros fitófagos en cítrico.En los programas de manejo de plagas en el cultivo no se recomienda medidas de control químico.LBt-13 tiene efecto acaricida sobre ácaros tetranicos.4.3.2.2.4 Brevipalpus phoenicis. (ácaro chato de los cítricos)(Foto 13, 14)Foto12. Hembra de B.phoenicis, en unavista estereoscópica.Foto12. Hembra de B.phoenicis(Tomada de Internet).

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 59Es plaga de importancia local y esporádica, daña como P. citri, hojas y frutos, las lesiones en elfruto son más limitantes en la calidad externa de las frutas.Se encuentran asociado con B. californicus Banks y B. obovatus Donnadien, aunque predomina enlos cítricos especialmente en el territorio occidental. En la región oriental se han presentado nivelesy daños importantes de este ácaro, en ocasiones superiores a los producidos por P. oleivora. No seha señalado para Cuba, la presencia del virus de la “Leprosis de los cítricos”, aunque desde inicio desiglo están presentes las especies de Brevipalpus, vectores de esta peligrosa enfermedad.Esta especie y P. oleivora presentan relaciones antagónicas. B. phoenicis posee un potencialreproductor más bajo, pero potencialmente puede ser más peligrosa que el eriofido aun con nivelesde población más bajos.Esta especie posee metodología de señalización con sistema de muestreo y umbrales de toleranciapara su control; H. thompsonii esta señalado como patógeno de este ácaro(Foto 14).Foto 14. B. phoenicis, afectado por el hongo H.thompsonii (Vista microscópica a 225 X, tomado deCabrera 1977).4.3.2.2.5 Eutetranychus banksi. (ácaro de Texas)Este ácaro al igual que P. citri actualmente presenta alguna importancia en viveros y plantaciones endesarrollo, antes del 80 era más abundante en Isla de la Juventud y La Habana.Todas estas especies antes de la introducción en 1978 del sistema de señalización para el controlquímico, constituían problemas serios en diversas regiones; con la introducción de programas demanejo, están en equilibrios y sólo P.oleivora requiere de medidas de control en todas las regionescitrícolas del país.

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 604.3.2.3 . Plátano (Musa spp)Las áreas de plátano, se han incrementado en los últimos años, por la importancia para el consumode la población. En este cultivo se prioriza la introducción de nuevas tecnologías buscandoincrementos en el rendimiento, afectado en primer lugar por enfermedades foliares, insectos ynemátodos en la parte subterránea, y T. tumidus que afecta el follaje y puede provocar pérdidas derendimiento.4.3.2.3.1 Tetranychus tumidus (araña roja del plátano)Características biológicas. Los huevos de T. tumidus son amarillo naranja, tornándose rojizo amedida que se acerca la eclosión y próxima a éstas se observa un par de puntos rojos (ojos) y elcorium se cuartea; la larva al emerger es pequeña con tres pares de patas, poco móvil, de coloramarillo claro, paulatinamente crece y toma un color verde rojizo, durante la muda da lugar a laprotoninfa, con cuatro pares de patas, muy activas de color verde rojizo que cambia a pardo rojizoen la muda a deutoninfa, semejantes a los adultos jóvenes en el color y la talla. La hembra es rojocarmín ovoide y convexa dorsalmente, mientras que el macho es rojo naranja, de cuerpo triangularmás pequeño y patas más largas que las hembras(Ver Figura 12).La duración del ciclo de vida de T. tumidus es de 10 - 11 días a temperatura de 26 - 27 ºC y 78 -80% de humedad relativa y entre 8 - 9 días en temperaturas por encima de 30 ºC y humedad relativaentre 80 - 85% con pequeñas diferencias entre variedades. El umbral mínimo de desarrollo es de12,9 ºC para el adulto y 14 ºC para el período de incubación con valores totales para el ciclo de 19,7;9,3 y 7,1 a 20, 25 y 30 ºC respectivamente. En condiciones naturales se obtuvo una sobrevivenciatotal de huevo a adulto de 35,1%; en laboratorio se alcanzo 37,2%. La mayor mortalidad se produceen los estadíos ninfales (hasta 50,7%).Las hembras pueden vivir desde 10 - 15 días, pero entre 6 y 7alcanzan su máxima reproducción.El crecimiento de la población de T. tumidus esta muy relacionado con factores climáticos,fenológicos y varietales, es así que hay dos períodos bien definidos de crecimiento poblacional demarzo - abril y de agosto - octubre. La población máxima de T. tumidus se alcanza durante la fasede fomento en plantaciones realizadas en noviembre - diciembre, a los 22 a 24 ºC y lluvia por debajode 30 mm, y no consecutivas. Los menores niveles de población cuando se presentan hasta 4 días delluvias y alcanza más de 45 mm (acumulada), este comportamiento fue similar en La Habana, VillaClara y Cienfuegos.El comportamiento de T. tumidus esta influenciado de manera significativa por la regulación queejercen los enemigos naturales, ácaros e insectos depredadores, que se desarrollan en condiciones de

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 61producción, se alimentan de todos los estadíos de la plaga y se mantienen durante todo el añoaunque son más abundantes de febrero - marzo y de mayo - junio. Los fitoseidos y la larva dececidomidos son los más frecuentes y bien estructurados con respecto a la plaga.Actualmente se presentan infestaciones severas de T. tumidus en vivero (fase del cultivo en sistemade Micro jet) a partir de 15 - 20 días de plantado.Síntomas y daños. Ácaro polífago, generalmente vive en el envés de las hojas, forma grandescolonias y abundantes telaraña, a lo largo del nervio central y otras nervaduras importantes (Foto 15). Prefiere hojas bien formadas con nervaduras salientes, las zonas lisas no permiten una buenaprotección con la telaraña.Foto 16. Daño de T.tumidus (clorosis y necrosis) en plantas de plátano.Los daños se manifiestan como clorosis típica (tetranicos) que evoluciona hasta formar tejidosnecrosados de color pardo, que puede abarcar toda la hoja y parte importante de la planta, en casosseveros se observa la plantación con aspecto de quemada, así como abundante tela y ácaros que sepegan a la ropa de los trabajadores. Están determinados por la fase del cultivo, momento deaparición, condiciones climáticas y agrotécnicas. En la primera edad de la planta (2 - 4 meses) seobserva reducción del peso del racimo por una disminución del número de dedos total y los de valorcomercial que implican pérdidas de los rendimientos, se mantiene con importancia hasta el primerracimo(fomento), en otros ciclos disminuyen las poblaciones del ácaro y el daño por unamodificación de las condiciones fitoclimáticas.

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 62Distribución y plantas hospedantes. Esta especie es polífaga y esta distribuida en todo el país,posee mayor importancia económica en las regiones plataneras de Pinar del Río, La Habana, Isla dela Juventud, Villa Clara, Cienfuegos, Las Tunas, Granma, Santiago de Cuba y Guantánamo.Aunque este ácaro vive en todas las variedades y/o clones de plátano cultivados en Cuba sus dañosson mayores en los viandas (CENSA 3/4, Macho 3/4, Hembra 3/4) que en los frutas (Robusta,Vietnamita, Victoria, Similar al Rey Valery y Lacatan) siendo el plátano burro el menos afectado.Además en el país se conocen otras 53 especies de plantas hospedantes de T. tumidus entre ellasPhaseulus spp, Solanum melongena L., Zea mays L., Xanthosoma robusta S; Manihot esculentaL., Carica papaya L y otras ornamentales y silvestres.Señalización y pronóstico. En todo el país se realizan muestreos sistemáticos y determinación delos umbrales para el control de T. tumidus.En 1990 - 93 se trabaja en la comprobación de un método de pronóstico, basado en el efecto de losfactores climáticos y de población y que predice los niveles de población esperada, después dedefinir los períodos favorables para el desarrollo de la plaga.Favorables: Cuando las temperaturas medias durante la semana oscilan entre 21 - 25 ºC, o con másde 4 días sin precipitación o se produzcan 2 ó menos días de lluvias inferiores a 30 mm.No favorables: Temperatura media de la semana inferior a 21 ºC o superior a 25 ºC (por más de 5días) y/o precipitaciones superiores a 30 mm ó 3 ó más días de lluvias.Enemigos naturales y lucha biológica. En condiciones favorables de campo en Cuba se handetectado a Stethorus picipe (Coccinellidae), Chrysopa cubana (Chrysopidae), Scolothrips pallidus(Thripidae), Arthronodax sp. (Cecidomidae), Amblyseius sundi y Phytoseiulus macropilis(Phytoseiidae). Las especies más comunes fueron los ácaros fitoseidos (Amblyseius), las larvas dececidomido y las de coccinelidos.La eficiencia de estos depredadores fue estudiada y se comprobó que las larvas y adultos de S.picipe se alimentan de todos los estadíos del ácaro y sus mayores poblaciones aparecen en febrero -marzo y de mayo - junio. S. pallidus depreda todas las fases del ácaro, aunque consume menosadultos, permanece todo el año en las plantaciones, con máximos en febrero, marzo y abril. Losácaros fitoseidos son más abundantes de enero a febrero y mayo - junio.En 1992 - 93 se estudió la efectividad de B. thuringiensis Bt-13 sobre T.tumidus, factibilidad deaplicación y compatibilidad con los enemigos naturales y los productos químicos tradicionales delcultivo. Bt-13 fue efectivo como acaricida, tanto por la mortalidad como por la reducción de la tasade multiplicación del ácaro. No mostró toxicidad frente a los ácaros depredadores, pero se observódisminución de los insectos depredadores con respecto al testigo sin tratar, pero superiores a los delas áreas con aplicaciones químicas (dicofol).

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 63En condiciones de vivero T. tumidus aparece entre 15 - 20 días después de plantado, alcanza nivelesimportantes de población y para su control efectivo se realizan liberaciones del ácaro depredador P.macropilis a razón de 1:20 tetranicos.Lucha química. Se realizan 2 aplicaciones químicas por campo para el control de T. tumidus en laprovincia La Habana, se han utilizado zineb, dimetoato, dicofol, clorobenzilato con buen controlsobre la plaga. Se ha recomendado el uso de aceite mineral, este se emplea en el cultivo para elcontrol de Mycosphaerella musicola Leach.4.3.2.4 . Papa (Solanum tuberosum).Este cultivo posee gran importancia económica en el país, especialmente en la alimentación humana,las mayores áreas se cultivan desde Pinar del Río a Ciego de Ávila, con predominio en La Habana.Se aplican funguicidas, insecticidas y otros plaguicidas para el control de plagas y enfermedades deimportancia económica, por las pérdidas que causan; el ácaro P. latus, es la única especie de ácaroasociada a este cultivo.4.3.2.4.1 P. latus (ácaro blanco)Los daños de ácaro en la papa abarcan todas las hojas de las plantas, pero su preferencia es por lospuntos de crecimiento, produce brillo, bronceado y hasta necrosis y deformación de las yemasterminales, bloqueando el desarrollo de la planta y provoca la reducción del ciclo del cultivo(Foto17).Foto 17. Deformación, reducción del área foliar producida por P.latus en papa,comparado con plantas sanas.

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 64Las primeras poblaciones se observan a partir de los 20 días de la brotación del cultivo y lasmáximas entre 45-60 días, la intensidad del daño depende de la fenología de la planta, condicionesclimáticas y agrotécnicas. Los cultivos colindantes y las malezas que se encuentran en los canales deriego constituyen y focos de infestación de P. latus en fases tempranas de la planta.Los tratamientos químicos contra este ácaro se realizan con dicofol cuando se detectan de 10 - 15%de infestación (según la señalización). Se han obtenido buenos resultados con endosulfan utilizadoen el cultivo para el control de crisomelidos y larvas de lepidopteros y con methamidophos aplicadocontra afidos, minador y otras plagas foliares. A partir de 1993 se obtuvieron buenos resultados conel empleo de LBt-13.Este ácaro es sensible al azufre, zineb y muchos productos, su control se complica cuando no setoman las medidas con índices de infestación bajos y en especial cuando se cierran los campos.4.3.2.5 . Pimiento (Capsicum spp.)Este cultivo se siembra a lo largo de todo el país, posee importancia como condimento, fruto frescoy para la exportación, al igual que la papa presenta varias especies de plagas y enfermedades queafectan su rendimiento y encarecen los costos de producción, entre ellas el ácaro P. latus queproduce daños en todas las especies y variedades cultivadas en el país.4.3.2.5.1 P. latus (ácaro blanco)En Cuba se determinó que la fase más sensible de la planta a los daños del ácaro es a partir de los 15a 30 días (anclaje en el suelo) de plantado, es decir al inicio de la división de segundo orden y hastala séptima de la ramificación lateral. Estos daños pueden provocar pérdidas hasta de 80% de losrendimientos, por necrosis de los puntos de crecimiento, aborto de las flores, deformación de losfrutos (bloqueo en el crecimiento y desarrollo) en plantaciones en fecha óptimas para el cultivo(noviembre - diciembre - enero) y en la variedad más sensible “California wonder”)(Foto 18)

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 65Foto 18. Deformación, necrosis y muerte de la yema terminal en de pimiento con ataque deP.latus en la primera división del tallo principal (dicotomía ) de la planta, en invernadero (Montpellier,Francia) y en campo(Alquizar, La Habana)Las aplicaciones químicas o con otros medios se recomiendan cuando hayan de 1 - 2 ácaros porhojas antes de la floración y de 3 - 5 ácaros a partir de esta fase y hasta la tercera (fase) cosecha quese suspende el control. Estos índices de población equivalen de 10 - 15 y 15 - 25 % de órganosinfestados respectivamente. En plantaciones fuera de época se tratan con el mismo sistema de lasegunda fase en épocas normales de plantación.Para el control de P. latus en pimiento se utiliza dicofol y azufre, en general se pueden emplearcomo para la papa Bt-13 u otros productos insecticidas o fungicidas con buena acción secundariasobre este ácaro.4.3.2.6 . Tomate (Lycopersicum esculentum, Wild).Este cultivo se planta a lo largo de todo el país, en general en invierno y primavera. Se conocenvarias plagas y enfermedades que afectan la calidad y cantidad de los rendimientos. A finales de ladécada de 1970 se observaron daños intensos del ácaro Aculops lycopersicum en condiciones decampo en Granma y posteriormente en hidropónicos de Pinar del Río.4.3.2.6.1 Aculops lycopersici (Massee) (ácaro tostador del tomate)Este ácaro vive y se desarrolla en todos los órganos de la planta, produce clorosis y bronceado comosíntoma inicial, secado y caída de las hojas en estado final, así como aborto, deformaciones y

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 66necrosis de las flores y frutos, estos pueden presentar la superficie cuarteada, los daños dependen delmomento fenológico y la intensidad del ataque del ácaro, son muy fuertes en cultivos dehidropónico(Foto 19).El ácaro se ha interceptado en 11 variedades de tomate, además en Granma sedetectó sobre Solanum nigrum L y Solanum erianthum D. DonFoto 19. A. lycopersici(Vasates destructor) en diferentes grado de afectación en plantas,inflorescencias y frutos de tomate. Secado del follaje, aborto de la flor y el fruto,deformación, necrosis y manchado.4.3.2.7 . Ajo (Allium sativa L)Este cultivo, exige condiciones fitotécnicas optimas, aunque se cultiva en todo el país es másimportante en La Habana, Sancti Spiritus y Holguín, en general no se siembran grandes superficies,el sector campesino predomina en esta producción. Los principales problemas sanitarios son laalternariosis, trips, minadores y los ácaros Eriophyes tulipae y Rhizoglyphus spp. (R. setosus y R.robini) señaladas en Cuba desde 1980.4.3.2.7.1 Eriophyes tulipae Keifer (ácaro del vaneado del bulbo)Características biológicas. El huevo y las ninfas son blancos brillante, el adulto blanco amarillento,completa su ciclo entre 8,2 - 10 días en temperaturas de 22 -24 ºC, umbral mínimo de desarrollo10,8 ºC y 113,9 ± 3,6 grados días (constante térmica) para completar una generación.

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 67Las primeras poblaciones de este ácaro aparecen 10 días después de la brotación masiva del cultivoy los primeros síntomas 6 días después. El máximo de población se presenta a los 35 - 40 días enplantaciones de noviembre y diciembre.Síntomas y daños. Este ácaro vive y se desarrolla en bulbos almacenados y en condiciones decampo (Foto 20) . En bulbos afecta la capacidad de almacenamiento por desbalance hídrico,vaneado de los dientes y disminución del poder de brotación. En las plantas las afectaciones foliaresprovocan acortamiento del ciclo vegetativo por interrupción de la fotosíntesis, poco desarrollo delbulbo, las plantas dañadas muestran raquitismo, torceduras, enrollamiento y clorosis aisladas o enbandas en los bordes del limbo foliar, en ataques severos las puntas no se despliegan y en muchoscasos aparecen en forma de acordeón, (Foto21) esta sintomatología puede estar asociada aenfermedades vírales que este ácaro puede trasmitir.Foto 20. Necrosis y vaneado del ajo producidopor E..tulipaeFoto 21. Enrollamiento y delas plantas de ajocausado por E..tulipaeDistribución y plantas hospedantes. Ha sido detectado en todo el país, los mayores daños en LaHabana y Sancti Spiritus. No se han encontrado otros hospedantes.Señalización y métodos de lucha. Se determinaron como umbrales, de 3 - 4 ácaros /hoja, desde labrotación de la tercera hoja hasta 60 días, y de 5 - 10 ácaros /hoja desde los 60 hasta los 75 días deplantado, para aplicaciones foliares con dicofol u otro acaricida, entre ellos BT-13.El control del ácaro en los bulbos almacenados se puede realizar por desinfección con bromuro demetilo (40 - 48 g/m 3 con 2 horas de exposición) o fosfamina (7 tabletas/m 3 con 72 horas deexposición). Antes de la plantación por remojado previo (al ajo desgranado próximo a la ¨siembra¨)durante 2 horas con agua corriente y tratamiento por 10 minutos en solución al 0,4 % i.a. de dicofolmás 0,1% de citol.

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 684.3.2.7.2 Rhizoglyphus setosusCaracterísticas biológicas. Pasa por los estados de huevo, larva, ninfa I y II y adulto. Todos decolor blanco lechoso brillante, las ninfas y adultos tienen sus patas fuertes (4 pares) de carmelitas arosadas, movimientos lentos y dimorfismo sexual marcado. Este ácaro completa su ciclo entre 9 -11,5 en temperaturas de 23 - 25 ºC, con umbrales mínimos de 11,9 ºC y 183,4 grados días paracompletar una generación.La población de R. setosus (hipopus detectado en muestras antes de la plantación) presentes en elsuelo, infesta las plantas provenientes de semilla libre de ácaros. Los primeros estadíos móvilesaparecen a los diez días de la brotación masiva del cultivo. La población máxima se presenta entrelos 35 a 40 días.Síntomas y daños. Este ácaro hace todo su ciclo de vida y desarrollo en el bulbo, daña la raíz ycomo consecuencia también el follaje (Foto 22). Como E. tullipae se encuentra en ajo almacenado yen campo. En las plantas se observa clorosis apical en las hojas más viejas, que pasa al resto segúnse incrementa la población. En el sistema radical se observa pérdida de las raíces y lesiones enforma de túneles (Foto23). Cuando el bulbo está formado los ácaros se alimentan del disco o plato,el que se deteriora, toma aspecto esponjoso y los dientes se desgranan con facilidad.Foto 22. Población de Rhizoglyphus setosus y daño enplantas de ajo en campo. Planta sin sistema radicalFoto 23. Apariencia de las plantas de ajo sin sistemaradical por los daños de R. setosus en campo.Distribución y plantas hospedantes. En Cuba existen las especies R. setosus y R. robini asociadasy produciendo daños en diferentes cultivos y territorios del país, en La Habana R. setosus es

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 69predominante en ajo, además se han señalado daños sobre Colocasia esculenta Schott (malanga),Allium cepa L. (cebolla), Solanum tuberosum L. (papa), Gladiolus comunis L. e Ipomea batata L.(boniato), es una plaga de importancia económica en ajo, malanga y gladiolo.Señalización y métodos de lucha. Los tratamientos contra este ácaro se realizan cuando hay entre 2a 3 ácaros /dientes o plantas desde los 5 días de plantada (trampas de dientes) y hasta los 45 días.Pero más eficiente resultan las medidas preventivas de saneamiento a las semillas y en las áreas desiembra y almacenamiento. Las aplicaciones foliares de plaguicidas no son efectivas y BT-13 nocontrola su población.4.3.2.8 . Coco (Cocos nucifera L.)Este cultivo es muy importante en las provincias orientales y en particular en la zona de Baracoa,donde hay grandes áreas cultivadas, cocotales naturales de gran diversidad de variedades e híbridos.Uno de los problemas fundamentales del cultivo lo constituye el ácaro de la roña del cocotero.4.3.2.8.1 Eriophyes guerreronis (ácaro de la roña del cocotero).Características biológicas. Este ácaro vive y se desarrolla debajo de las bracteas del fruto; en Cuba,el ciclo de vida dura entre 8 a 11 días a temperaturas de 25 a 29 ºC y humedad relativa de 80%.El máximo de población de E. guerreronis en Baracoa, se observa en los meses de junio a agosto.El hongo Hirsutella sp. ejerce un efecto depresivo sobre las poblaciones móviles del ácaro conmayor parasitismo sobre los adultos.Los ácaros depredadores pertenecientes a la familia Phytoseiidae se encuentran en los frutos durantetodo el ciclo, con poblaciones máximas en los momentos de incremento de la plaga, pero sus nivelesno son suficientes para ejercer un control eficiente sobre ellos.Síntomas y daños. Los primeros síntomas del acaro, se manifiestan como una mancha decoloradatriangular que se sitúa en el plano de las piezas florales, la epidermis del fruto se necrosa y cuartea,al desarrollar el fruto la lesión sale al exterior, hundiéndose el mesocarpio hasta la formación deprofundas grietas (Foto 24). En casos de ataques severos, la nuez no puede desarrollarse y sedesprende del racimo. En ataques tardíos las nueces presentan manchas que no entorpecen eldesarrollo del fruto, pero en ataques severos y precoces se presenta deformación y una notabledisminución de tamaño del fruto (Foto 25).

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 70Foto 24. Clorosis inicial y necrosis final enracimos de coco de diferentes edades, producidospor E.guerreronisFoto 25. Fruto maduro con necrosis severa, reduccióndel rendimiento y la calidad agrícola e industrial,producidos por daño temprano de E.guerreronisDistribución y plantas hospedantes. Se conoce en todo el país, las variedades criollas de porte altoson las más sensibles; con repuestas diversas en los híbridos cultivados, en particular en Baracoa..Métodos de lucha. En nuestro país no se ha recomendado la lucha química sobre esta plaga, debidoen particular por los requisitos ecológicos de la zona de Baracoa (Reserva Natural) y de otro lado lascondiciones agrotécnicas de este cultivo. Se han detectado diversos enemigos naturales asociados alacaro: Amblyseius lula (Phytoseiidae); el insecto Entomobrya sp (Colembola) y losácaropatógenos, Hirsutella thompsonii Fisher; H. thompsonii var. synematosa e H.nodulosa Petch..A partir de los resultados obtenidos durante 1985 - 90 sobre el control de esta plaga, basado en elsaneamiento post-cosecha, el intercalado con plantaciones de cacao y la aplicación de biopreparadosbiológicos de H. thompsonii, se aplican en un programa de medidas que disminuye los daños y noproduce alteraciones

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 715. BIBLIOGRAFÍA BÁSICA CONSULTADA1. Almaguel Lérida. 2002. Ácaros de Importancia económica en América latina y el Caribe.Conferencia en el Taller Nacional de Ácaros. Instituto de Investigación de los Alimentos.Guatao Ciudad de la Habana. 23 al 26 de junio del 2002.2. Baker , E. W. and G.M. Wharton. 1952. An Introduction to Acarology. The McMillan,Co.N.Y.3. Baker , E. W. and G.M. Wharton. 1964. An Introduction to Acarology. Fourth Printing, theMcMillan, Co.N.Y.4. Beer ,R. y A.Nucifora. 1965. Revisine dei generi della famigliaTarsonemidae(Acarina).Bol.Agrariaedi Bachicultura per.11,7:19-435. COSAVE. “Análisis de riesgo de la leprosis de los cítricos CiLV ’’.(http://www.protecnet.go.cr/cuarentena/leprosis.htm).6. Evans ,G.O.1992. Principles of Acarology.C.A.B. International.563 pp7. Evans, G. J.G. Sheals and D.Macfarlane. 1961. The terrestrial acari of the Bristish Isles. I.Introduction and and biology .219 pp. Bristish Museum, London.8. Garcia Marí F., F.Ferragut y J.Costa. 1994. Curso de acarologia Agrícola. UniversidadPolitécnica de Valencia. 278pp9. Hoffmann Anita y Guadalupe López- Campos. 2000. Biodiversidad de los ácaros en México.Laboratorio de Acarología, Facultad de Ciencias UNAM. Primera Edición, Jiménez Editorese Impresores, S.A de C.V. México. 230 pgs.10. Iraola V. 2001. Introducción a los Ácaros (II): Hábitats e importancia para el hombre *.Aracnet 7 -Bol. S.E.A., nº 28 (2001) : 141—146.11. Jeppson, L. , H. Keifer y E.Baker.1975. Mite injurious to economic plants. Univ. California.Berkeley. 614 pp.12. Keifer H., E. Baker, T.Kono, Mercedes Delfinado and W.Styer. An Illustrated Guide to PlantAbnormalities Caused by Eriophyid Mites in North America.Agriculture Handbook Number573. 178 pp.13. Krantz, G.W. 1978. A MANUAL OF ACAROLOGY, Second Edition. Oregon StateUniversity Book Stores, Inc.Corvalis.509 pgs.14. Lindquist, E.E. 1986. The World Genera of Tarsonemidae (Acari: Heterostigmata): AMorphological, Phylogenetic, and Systematic Revision, with a Reclassification of FamilyGroup Taxa in the Heterostigmata. Entomological Society of Canada. Memoirs. Nº 136. 517p.

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 7215. Livschitz, I. Y A.Salinas.1968. Preliminares acerca de los ácaros “Tetranicos” de Cuba.Instituto del Libro. 150pp.16. Los ácaros y la cuarentena. 21Sept 1999.http://www.uq.edu.au/entomology/project1.html#population.17. MERCOSUL/GMC/RES Nº 107/96. SUB-STANDARD 3.7.23. XXIII GMC, Brasilia11/10/96. Requisistos Fitossanitários Gerais e Específicos para Fragaria spp. (frutilla,morango). Steneotarsonemus pallidus..18. Moraza, M.L.1999. Los ácaros: origen, evolución y filogenia 281-292. Evolución yFilogenia de Arthropoda Bol. SEA, 26. 806pp.19. OIRSA. Guía técnica arf 05. Requisitos fitosanitarios para la importación de Frutas,hortalizas y tubérculos para consumo fresco o para la industria: Plagas de cultivos de frutaspor insectos y nematodos en los países miembros(http://ns1.oirsa.org.sv/Di05/Di0512/Manualparaelcontrolyaseguramiento-0903.htm)20. Resendíz B. 1985. Acarologia .Grupo de importancia agropecuaria. Universidad Autónomade Chapingo. 230 pp.21. SENASA. Listado de plagas cuarentenadas A1 (http://www.senasa.gob.pe/sanidadvegetal/vigilancia/lista-plagas-a1.htm)22. The Exotic Invasion of Florida. Actualizado enero 2001. (http://doacs.state.fl.us/~pi/enpp/ento/entcirc/Entcirc74.pdf)

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 73ANEXO NO. 1TRABAJOS DE REFERENCIAS REALIZADOS POR ESPECIALISTAS CUBANOS1. Almaguel R. Lérida. Biologie, Ecologie de Polyphagotarsonemus latus (Banks). Acarien duPiment dans la province de La Havane (Cuba) These docteur de Specialité presentée al´universite de Bordeaux I. 6 mars 1978. 99 pg.2. Almaguel R. Lérida. Ácaros de importancia económica en Cuba. Bolletin Técnico No.2.Mayo 1996. 42 pg. INISAV.3. Almaguel R. Lérida. Biología y ecología de Steneotarsonemus spinki en arroz. Informe final.Proyecto 738-01. INISAV e IIA.12/2000.4. Almaguel R. Lérida, R. Pérez S., Ermita Feitó y G. Sánchez. Desinfección de semillasorgánicas de ajo con remojado previo al tratamiento contra A. tulipae . C.T.A. Protección dePlantas 9 (2). 1986.5. Almaguel R. Lérida, R. Pérez S. y Ermita Feitó. Señalización del ácaro P. latus (Banks) enLima Persa (Citrus latifolia L.) C.T.A. Protección de Plantas 10 (6). 1987.6. Almaguel R. Lérida y R. Pérez S. Lucha química contra P. latus con productos tradicionalesen Lima Persa. Inf. Final cod. 01003140202. INISAV. 1988.7. Almaguel R. Lérida, Idalia Cáceres, Grisel Casas, Rosario Pérez, R. Machado yPérez S. Comportamiento de poblaciones combinadas de ácaros en Cítrico. Informe Finalcod. 5191401. INISAV. 1989.8. Almaguel R. Lérida, R. Pérez S. y R. Pérez A. Determinación de los parámetros biológicos yde comportamiento de P. latus en Lima Persa. Informe Final 5191201. INISAV. 1989.9. Almaguel R. Lérida y R. Pérez A. Elaboración del pronóstico de P. latus en LimaPersa.Informe Final 5191202. INISAV. 1989.10. Almaguel R. Lérida y R. Pérez A. Comprobación del pronóstico de P. latus. Informe Final5191203. INISAV. 1990.11. Almaguel R. Lérida y R. Pérez S. Daños producidos en campo de cítrico por los ácaros P.latus y P. oleivora. 1er Congreso Nac. de Cítrico y Frutales. 13 - 15 abril. C. Habana.Resumen 3/8.1981.12. Almaguel R. Lérida, R. Pérez S. y Ermita Feitó. Control del ácaro E. tulipae (Keifer) en ajocon bromuro de metilo y fosfamina 6 pag. 1981. Inf. S/publicar. INISAV.13. Almaguel R. Lérida, R. Machado e Idalia Cáceres. Nuevas plantas hospedantes del ácaro P.latus. C.T.A. Protección de Plantas 7(1): 99 - 108. 1984.

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 7414. Almaguel R. Lérida, Idalia Cáceres, R. Pérez S. y Ermita Feitó. Método de cría y ciclobiológico de Aceria (Eriophyes) tulipae en ajo (Allium sativus) C.T.A. Protección dePlantas 9(2). 1986.15. Almaguel R. Lérida[et al.].. Dinámica de poblaciones. Ácaros e Insectos. ConferenciaMagistral. 2do Sem. Científico Internacional de S. Vegetal. La Habana. 10 - 14 abril (22pg). 1990.16. Almaguel Lérida, R. Pérez Álvarez, Zuleika Martínez, Mayra Ramos y Elina MassóUtilización de Bacillus thuringiensis (Bt-13) en programas de lucha contra ácaros en cítrico,plátano y papa. Inf. Final 39 pg. INISAV. 1993.17. Almaguel Lérida, A. Santos, P. de la Torre, E.Botta e Idalia Cáceres Comportamiento ypruebas preliminares de control del ácaro del vaneado del arroz Steneotarsonemus spinki(Acari: Tarsonemidae). En: I Encuentro Internacional de arroz. C. de La Habana: Palacio delas Convenciones. pp183. 1998.18. Almaguel Lérida, A. Santos, P. de la Torre e Idalia Cáceres. Evaluación del comportamientodel ácaro Steneotarsonemus spinki (Acari: Tarsonemidae) en los estudios de regionalizacióndesarrollados en Cuba. En: I Encuentro Internacional de arroz. C. de La Habana: Palacio delas Convenciones. pp186-187. 1998.19. Almaguel, Lérida. Informe sobre el vaneado de la panícula y la pudrición de la vaina dearroz producido por el complejo del ácaro Steneotarsonemus spinki y el hongo Sarocladiumoryzae. La Habana: MINAGRI. 26p. 1998.20. Almaguel, Lerida, P.de la Torre y E.Botta. Dinámica de poblaciones e indicadoresecológicos del ácaro Steneotarsonemus spinki Smiley 1968.(Acari: Tarsonemidae) en Arrozde riego en Cuba: I Congreso Internacional de arroz de Riego y Secano del Caribe.Camaguey: Universidad de Camaguey. pp. 1999.21. Cabrera, R. I., A.Garcia y A.Ginarte. Evaluación de plaguicidas químicos para el control delácaro tarsonémido del arroz Steneotarsonemus spinki (Acari: Tarsonemidae). En: IEncuentro Internacional de arroz. C. de La Habana: Palacio de las Convenciones. pp188.1998.22. Cabrera, R. I, A. García y Lérida Almaguel. Microorganismos patógenos del ácaroSteneotarsonemus spinki (Acari: Tarsonemidae) en Cuba. En: I Encuentro Internacional dearroz. C. de La Habana: Palacio de las Convenciones. pp185-186. 1998.23. Cabrera, R. I. [et al.]. En: I Congreso Internacional de arroz de Riego y Secano del Caribe.Camaguey: Universidad de Camaguey. pp. 1999.24. Cabrera, R. I.[et al.]. En: I Congreso Internacional de arroz de Riego y Secano del Caribe.Camaguey: Universidad de Camaguey. pp. 1999.25. Cabrera R. I. Estudio en Cuba de H. thompsonii. Control biológico del ácaro del moho, P.oleivora. Agrotecnia de Cuba. 9(1): 3:11. 1977.26. Cáceres S. Idalia, L. Almaguel R. y R. Pérez A. Comportamiento varietal de nuevos clonesde plátano sobre la incidencia del ácaro T. tumidus.1er Simposio Internacional de SanidadVegetal. Agric. Tropical. Universidad Central V. Clara. 1982.27. Cao Josefina, Hildelisa Sarlegui, Zoe Briel. Alteraciones histólicas en la corteza deNaranja Valencia causadas por P. oleivora (Acarina: Eriophyidae). Resumen K-76.do SemCientífico Internacional de Sanidad Vegetal. La Habana. Cuba. 10 - 14 abril. 1990.

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 7528. Hernández J. L; P. J. Gómez ; A. Ginarte y L. Almaguel. Evaluación de germoplasma ypuntualización de un método de screening para determinar resistencia al complejo delmanchado del grano del arroz. En: I Encuentro Internacional de arroz. C. de La Habana:Palacio de las Convenciones. pp189. 1998.29. González Nancy, V. Kalinin y E. Diaz. Dinámica de población del ácaro del moho (P.oleivora) durante 4 años relacionada con la fenología de Naranja Valencia. C.T.A.Protección de Plantas 6(6): 35 - 62. 1983.30. González Nancy. Determinación de los parámetros biológicos y comportamiento de P.oleivora en Naranja Valencia. Informe Final 5191201. INISAV. 1989.31. González Nancy. Elaboración del pronóstico de P. oleivora. Informe Final 5191202.INISAV. 1989.32. González Nancy Comprobación del pronóstico de P. oleivora Inf. Final. 5191203. INISAV.1990.33. Martínez Zuleika y R. Pérez A. Acarofauna sobre el cultivo del plátano Musa sp. en Valledel Yabu. 2do Evento Científico de Sanidad Vegetal. DNSV. 31 pg. 1976.34. Mora M.J. Primeros ensayos de lucha química dirigida. 4ta Reunión de Investigación enCítrico. La Habana. 9 - 12 abril. 1975.35. Mora M. J. Distribución en Cuba del ácaro del moho P. oleivora (Acari:Eriophyidae).Resumen 409. Simp. Int. sobre Citricultura tropical. La Habana 6 - 10 octubre1986.36. Mora M. J., [et al.]. Evaluación ecológica y económica del trabajo Tecnología Integral delos Cítricos. Informe Final, cod. 0011037. ICF. 1990.37. Montes Magda, J. Moram. Mesa redonda sobre lucha integrada en el cultivo de loscítricos. Resumen 429 Simp. Int. sobre Citricultura tropical. La Habana 6-10 oct.1986.38. Pérez R. y Lérida Almaguel. Los ácaros fitófagos de Cuba y sus principales plantashospedantes. Ed. Centro de Información y Documentación Agropecuaria 21 pg. 1978.39. Pérez R., Lérida Almaguel y E. de la Torre. Umbral mínimo de desarrollo de Tetranychustumidus en el cultivo del plátano.MIP(Costa Rica).No.44,p 26-28,1997.40. Pérez R. Parámetros biológicos y de comportamiento de T. tumidus en plátano. Inf. Final5191201. INISAV. 198941. Pérez R. Elaboración del pronóstico de T. tumidus en plátano. Informe Final. 5191202.INISAV. 198942. Pérez R. Comprobación del pronóstico de T. tumidus en plátano Informe Final 5191203.INISAV. 1990.43. Pérez R. Elementos para el Manejo integrado de Tetranychus tumidus en plátano ybanano.Tesis presentada en opción al grado Científico de Doctor en Ciencias Agrícolas.UCLV . 110 p. 1996.44. Pérez S. R. Dinámica, señalización y lucha química de P. latus en papa. Informe Final.INISAV. 1985.45. Pérez S. R. Biología, Dinámica y control Rizhoglyphus sp. y Eriophyes tulipae en ajo.46. Informe Final 5191401, 02, 03. INISAV. 1990.47. Ramos Mayra. Parámetros poblacionales del ácaro blanco P. latus en cítrico. RevistaProtección Vegetal 1: 37 - 42. 1986.48. Ramos Mayra. Ciclo biológico de P. latus (Acari: Tarsonemidae) en 4 variedades de cítrico.Revista. Protección Vegetal 2: 119 - 123. 1986.

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 7649. Ramos Mayra. Uso de Phytoseiulus macropilis ( Acari : Phytoseidae ) en el control deTetranychus tumidus ( Acari : Tetranychidae ) en viveros de plátano . Tesis presentada enopción al grado científico de Doctor en Ciencias Agrícolas. UCLV. 101 p 1995.50. Ramos M. y H. Rodríguez. Steneotarsonemus spinki Smiley (Acari: Tarsonemidae):NuevoInforme para Cuba.Rev. Protección Veg.Vol.13 No.1:25-30.1998.51. Ramos M., H. Rodríguez y R. Chico. Ácaros biorreguladores (Acari: Gamasina) asociados aSteneotarsonemus spinki Smiley (Acari: Tarsonemidae) en el cultivo del arroz en Cuba. En:I Encuentro Internacional de arroz. C. de La Habana: Palacio de las Convenciones. pp187-188. 1998.52. Ramos M., O. San; R. Chico y Z. del Valle. Respuesta morfológica de vainas de arroz aldaño producido por Steneotarsonemus spinki Smiley. En: I Encuentro Internacional dearroz. C. de La Habana: Palacio de las Convenciones. pp189. 1998.53. Ramos M., H. Rodríguez y R. Chico. En: I Congreso Internacional de arroz de Riego ySecano del Caribe. Camaguey: Universidad de Camaguey. pp. 1999.54. Rodríguez Neyda. Presencia de ácaros depredadores de cinco localidades occidentales delpaís. Resumen 413 Simp. Int. sobre Citricultura tropical. La Habana 6 -10 de octubre 1986.55. Torres Blanca, Lérida Almaguel y P. Milanes. Dinámica, daño y control de V. destructor entomate. Informe Final. INISAV. 1985.56. Santos, A., Lérida Almaguel y de la Torre P. Duración del ciclo de vida en condicionescontroladas del ácaro Steneotarsonemus spinki (Acari: Tarsonemidae) en arroz (Orizasativa L.) en Cuba. En: I Encuentro Internacional de arroz. C. de La Habana: Palacio de lasConvenciones. pp187. 1998.57. Santos, A., Lérida Almaguel y de la Torre P. Longevidad y fecundidad de Steneotarsonemusspinki (Acari: Tarsonemidae) en arroz en Cuba. En: I Congreso Internacional de arrozde Riego y Secano del Caribe. Camaguey: Universidad de Camaguey. pp. 1999.58. Suárez Aurora. Biología, dinámica, daño y control de Eriophyes guerreronis en coco.Informe Final 5151801. INISAV. 1990.

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 77ANEXO NO. 2TRABAJO PRACTICO DE LABORATORIO Y CAMPO.La prospección se ajustará al tipo de comunidad de plantas presentes y a las características del sitiodonde se realice la visita de prospección. El trabajo de laboratorio se realizará según losProcedimientos Normalizados de Operaciones (PNO), ya establecidos en el Laboratorio deAcarologia del INISAV. Se describen a continuación.I. Metodología para la toma de muestras en campo y colecta de los especimenes en ellaboratorio.Materiales:Bolsas de papel o nylon transparente, bandas elásticas, lápiz, tarjetas de papel o libreta de campo,microscopio – estereoscopio, pincel fino, agujas finas, porta objeto excavado, placas Petrie y ácidoláctico.Condiciones de seguridad:1. Las muestras de plantas o partes de ellas, no deben quedar muy apretadas dentro de las bolsaspara que no se estropeen los especímenes.2. Las bolsas con las muestras dentro, no deben exponerse al sol ya que esto puede provocar lamuerte de muchos ejemplares.3. Si las muestras de plantas no pueden ser procesadas en el día se conservarán en refrigeración.Los porta objetos con los ejemplares colectados se colocaran en una placa Petrie tapada y sepondrá en la estufa (no más de 40 0 C), o en un sitio apropiado para evitar la pérdida ycontaminación de este material.Procedimientos:A. Condiciones de campo:1. Corte cuidadosamente las plantas o sus partes que necesita colectar.2. Colóquelas en las bolsas e identifíquela.3. Anote en las tarjetas de papel o en la libreta de campo (según su identificación) todos los datosque puedan ser útiles para trabajos posteriores, por ejemplo:♦ Procedencia (Lote, Finca, Granja, Plan, Municipio y Provincia)♦ Cultivo♦ Variedad♦ Características del cultivo y si hay síntomas visibles indíquelo.♦ Parte de la planta♦ Fase fenológica y edad (fecha de siembra, o edad de la plantación)♦ Cultivo anterior♦ Cultivos colindantes

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 78♦ Tipo de suelo♦ Topografía♦ Sistema de riego♦ Tratamiento fitosanitarios (Producto, dosis, blanco controlado y fecha)♦ Persona que tomó la muestra♦ Fecha de tomada la muestra4. Aplique un poco de aire a la bolsa y ciérrela con bandas elásticas.B. Condiciones de laboratorio:1. Revise visualmente cada componente de la muestra y separe aquellos con síntomas visibles delos sanos.2. Observe toda el área externa e interna de los componentes dañados, buscando la presencia de losácaros. Describa las características visibles(color, movilidad, hábitos y preferencias,asociaciones)3. Coloque el material infestado al microscopio – estereoscopio.4. Humedezca la punta de la aguja en agua o ácido láctico.5. Con la aguja humedecida realice la colecta, por especie y de cada una tome él número mayorposible de ejemplares(todos los estadíos, énfasis en machos y hembras)II. Metodología para la clarificación de los especimenes colectados.Materiales:Mechero, baño de maría, plancha caliente, ácido láctico, agujas finas, vidrio reloj, Placas Petrie,alcohol absoluto y Cl 4 C.Condiciones de seguridad:A) Procedimiento rápido ( para dar respuestas rápidas)1. Cuidar de que el ácido láctico no alcance nunca el punto de ebullición.2. Cuidar de que el material quede transparente y no que pierda todo el color ya que hay especiesque presentan el cuerpo muy quitinizado, lo cual es muy difícil de eliminar con este método perosi se puede lograr una buena clarificación.3. Utilizar nasa - buco para evitar la aspiración de los gases que se puedan liberar.4. Proteger el material biológico del polvo y los accidentes e identificarlos bien.Procedimientos:A)1. Coloque 1 ó 2 gotas de ácido láctico en el porta objeto excavado.2. Con la ayuda de la aguja fina coloque los ejemplares en el ácido láctico.3. Exponga el porta objeto excavado al calor de una llama suave.4. La operación anterior se realizará varias veces hasta observar una clarificación eficiente delmaterial.

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 79B)1. Deposite 3 ó 4 gotas de ácido láctico en un vidrio reloj.2. Con ayuda de las agujas finas coloque los ejemplares en el vidrio reloj que contiene el ácidoláctico.3. Exponer el vidrio reloj a los vapores del baño de maría durante el tiempo necesario hasta obteneruna clarificación homogénea del material. También dejarlo en una estufa a 40 0 C por varios díaso simplemente bien protegidos, pueden aclararse con ácido láctico en un tiempo mas largo.C)1. Mezcle una parte de Cl 4 C y una de alcohol absoluto.2. Coloque los ácaros en esta solución durante 2 ó 3 días.III. Metodología para la recepción de muestras al laboratorio de acarologíaProcedimientos:1. Toda muestra recibida en el laboratorio debe estar respaldada por un número de entrada bajo elcual estarán registrados todos los datos que identifican dicha muestra.2. El número de muestra puede designarse consecutivamente dentro de cada año.3. En el libro de control de muestras se registrarán los datos siguientes:♦ Número de entrada♦ Descripción de la muestra♦ Procedencia u origen♦ Fecha de entrada♦ Cantidad de muestras♦ Resultados del ánalisis♦ Fecha de entrega del informeCondiciones de seguridad:Si las muestras no pueden ser procesadas en el día se conservarán en refrigeración.Requisitos de documentación:Libro de control de muestras.IV. Metodología para la conservación de los especimenes y las partes dañadas de muestras enel Laboratorio de Acarología.Materiales:1. Para preparación de muestras fijas:Porta objetos liso, líquido de montaje Berlese, agujas finas, cubre objetos, microscopio, estufa, lacao brillo de uñas, solución de Keifer A, Keifer B, Keifer C(eriofidos)

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 802. Para preparaciones en tubos viales:Pequeños tubos viales, ácido láctico puro, alcohol etílico al 70%, agujas de disección con la puntaachatada, pequeñas tarjetas de papel, lápiz, algodón, frascos de boca ancha con tapa.3. Para conservación del material vegetal:Solución de ácido acético glacial al 50%, acetato de cobre, beaker, mechero, formol al 2%, frascosde cristal, tarjetas de papel, lápiz.Procedimientos:1. Para preparaciones fijas:A) General1. Coloque una gota de líquido Berlese en el porta objetos liso.2. Deposite, con ayuda de agujas finas, los especímenes previamente clarificados.3. Con ayuda de las agujas finas haga que los ácaros se introduzcan en el interior de la gota conel objetivo de que al colocar él cubre objetos los ejemplares no rueden conjuntamente con ellíquido y así obtener una mejor disposición de los apéndices para la observaciónmicroscópica.4. Coloque las preparaciones a secar en una estufa a 38 – 40 0 C durante 72 horasaproximadamente.5. Por último selle los bordes del cubre objetos con laca o, en su defecto, con brillo de uñas.B) Específico para especímenes de la familia Eriophyidae1. Coloque 2 ó 3 gotas de Keifer A en un porta objeto excavado.2. Deposite los ejemplares en este porta objetos excavado y proceda a clarificarlos, ya sea porel método de la llama suave o el del baño de maría.3. Tome otro porta objetos excavado y coloque 2 ó 3 gotas de Keifer B.4. Una vez clarificados los ejemplares transfiéralos al porta objetos que contiene el Keifer B ydéjelos en esta solución durante 48 horas para lograr el teñido de los ejemplares.5. Tome un porta objetos liso y coloque una gota de la solución de Keifer C.6. Traslade los ejemplares teñidos al porta objeto liso con la solución de Keifer C.7. Con ayuda de las agujas finas haga que los ácaros se introduzcan en el interior de la gota conel objetivo de que al colocar el cubre objetos los ejemplares no rueden conjuntamente con ellíquido y así obtener una mejor disposición de los apéndices para la observaciónmicroscópica.8. Coloque las preparaciones a secar en una estufa a 38 – 40 0 C durante 72 horasaproximadamente.9. Por último selle los bordes del cubre objetos con laca o, en su defecto, con brillo de uñas.2. Para conservar especimenes en tubos viales:1. Coloque 1 ó 2 gotas de ácido láctico puro en los tubos viales.2. Con ayuda de las agujas de disección con punta achatada deposite los ejemplares en lostubos viales que contienen el ácido láctico puro.

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 813. Rellene los tubos viales con alcohol etílico al 70%.4. Coloque en el interior del tubo una pequeña tarjeta con los datos de colecta y determinaciónescritos con lápiz5. Tome pequeños pedazos de algodón y humedézcalos en alcohol y efectúe el tapado dedichos tubos viales.6. Coloque los tubos dentro del frasco de boca ancha.7. Llene el frasco de boca ancha que contiene los tubos con alcohol al 70% de modo que lostubos viales queden sumergidos en su totalidad.8. Los frascos de boca ancha se utilizaran por familias o géneros.3. Para conservación de material vegetal:(A)1. Deposite en un beaker solución de ácido acético glacial al 50% y añada acetato de cobrehasta saturación.2. En otro beaker tome 1 parte de esta solución y añada 4 partes de agua destilada.3. Ponga esta solución a calentar a la llama del mechero hasta que observe el comienzo de laebullición.4. En este momento se introduce, en la solución, el material vegetal observandose un cambio decolor del verde al carmelita y de éste al verde.5. Una vez recuperado el color original se extrae el material y se lava con abundante agua paraeliminar impurezas de la solución.6. El material se deposita en frascos que contiene formol al 2%.7. En cada frasco se colocará una tarjeta de papel con los siguientes datos escritos a lápiz:nombre científico de la planta, especie de ácaro que produce el daño, lugar de colecta,fecha, colector y quién lo determinó.B)1. Sumerja los materiales vegetales a conservar, durante 5 ó 10, en agua destilada.2. Deposite el material en frascos que contengan formol al 2%.3. Añada unos cristales de acetato de cobre.Condiciones de seguridad:1. Para preparaciones fijas:1. Para el inciso A) de los procedimientos se plantea que en caso de trabajar con ejemplares encuya constitución haya poca quitina se debe añadir al líquido Berlese, durante supreparación, un gramo de yodo con el objetivo de obtener una mejor preparaciónmicroscópica.2. Para el inciso B) el Keifer A puede ser sustituido por ácido láctico puro.2. Para preparaciones en tubos viales:1. Los algodones con que se taparán los tubos viales se deben humedecer en alcohol par evitarla formación de burbujas de aires en el interior de este.2. El alcohol a utilizar debe estar al 70% para evitar el deterioro y la destrucción del material.3. Para conservación de material vegetal:1. El tiempo que debe permanecer el material vegetal en la solución está en dependencia de laconsistencia del mismo.

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 822. Se debe estar muy atentos al cambio de coloración pues este es el que indica el momentopreciso de extracción del material objeto de conservación.3. En caso de que sean frutas se pueden conservar en frascos con formol al 5%.4. Para desarrollar todas estas operaciones es imprescindible el uso de guantes y batas.V. Utilización del Microscopio EstereoscopioMateriales:Porta y cubre-objetos limpios y en buen estado físico.Reactivo según la técnica a emplear.Procedimiento:1. Quitar el cobertor2. Conecte el transformador a la red eléctrica (110 Volt)3. Conecte la lámpara al transformador (6 Volt como máximo)4. Coloque el objetivo de menor aumento5. Ponga la pieza a observar de modo tal que la luz incida totalmente sobre ella6. Enfoque y busque el aumento deseado, siempre de menor a mayor aumento7. Terminada la observación desconecte la lámpara del transformador8. Limpie la platina9. Desconecte el transformador de la red eléctrica10. Ponga el cobertor al equipoVI. Utilización del Microscopio BiológicoMateriales:Porta y cubre-objetos limpios y en buen estado físico.Reactivo según la técnica a emplear.Procedimiento:1. Quite el cobertor al equipo2. Conecte el equipo a la red eléctrica (110 volt)3. Encienda la lámpara y mantener el voltaje por debajo de la zona roja del indicador4. Mueva el revolver porta objeto a su menor aumento5. Gradúe la distancia interpupilar y enfoque a los tubos oculares6. Coloque la preparación en la platina refractante alejada del objetivo7. Busque y enfoque el objeto con el menor aumento, ajustando las coordenadas de la platina, e iraumentando de menor a mayor hasta llegar a utilizar el objetivo de 40x8. En cada aumento haga coincidir la fase con la coordenada de cada fase9. Para el uso del objetivo de inmersión se coloca una gota de Aceite de Cedro sobre el cubreobjeto y se acerca el objetivo hasta que toque el líquido, mirando por el lado; luego se realiza elenfoque alejando lentamente con el tornillo micrométrico. Debe recordarse que el enfoque se

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 83realiza primero con el objetivo de menor aumento. Con el objetivo de inmersión esimprescindible el uso del condensador10. Al terminar la observación con este objetivo debe limpiarse con Xilol o Benzol el Aceite deCedro que queda adherido a la lente frontal y al cubre objeto. No deben usarse otros líquidos11. Al cesar el trabajo con el equipo desconéctelo de la red eléctrica.12. Ponga el cobertor sobre el equipoVII. Metodología para la preparación de soluciones y líquidos de montajes en el Laboratoriode AcarologíaMateriales:A. Para preparación de Solución Berlese:♦ Goma arábica seca ------ 30g♦ Hidrato de coral --------- 200g♦ Glicerina ----------------- 20g♦ Agua destilada ---------- 30g♦ Algodón de cristal o algodón higroscópico.B. Para preparación de Solución Keifer A:♦ Resorcinol --------------- 50g♦ Ácido diglycólico ------ 20g♦ Glicerina ---------------- 25c.c.♦ Cristales de Iodo (cantidad suficiente para producir color deseado)♦ Agua destilada --------- 10c.c.C. Para preparación de Solución Keifer B:♦ Pasta de azúcar de caña (licor concentrado) --- 25c.c.♦ Hidrato de coral ----------------------------------- 25g♦ Cristales de Iodo ---------------------------------- 2 ó 3D. Para preparación de Solución Keifer C:♦ Pasta de azúcar de caña caliente ---------------- 12c.c.♦ Hidrato de coral ----------------------------------- 60g♦ Iodo ---------------------------------------------- 9g♦ Ioduro de potasio (Algunos cristales)♦ Formol ------------------------------------------- 5c.c.E. Para la preparación de medio de montaje en P.V.A.:♦ Alcohol polivinil (P.V.A.)♦ Ácido láctico puro♦ Agua destilada

Curso Introductorio a la Acarología Aplicada- Octubre 2002 84Procedimientos:A. Para preparación de Solución Berlese:1. Deposite en un frasco oscuro la goma arábiga, el hidrato de coral y la glicerina.2. Colóquelo en una estufa a 38 – 40 0 C hasta lograr la disolución total (72 horasaproximadamente).3. Una vez que esté licuada la mezcla añada el agua destilada.4. Fíltrelo a través de un algodón de cristal o algodón higroscópico.5. Coloque nuevamente en la estufa durante una hora.B. Para preparación de Solución Keifer A:1. Deposite en un frasco oscuro todas las sustancias.2. Colóquelo en la estufa a 38 0 C durante 1 hora.C. Para preparación de Solución Keifer B:1. Deposite en un frasco oscuro todas las sustancias.2. Colóquelo en la estufa a 28 0 C durante 24 horas.D. Para preparación de Solución Keifer C:1. Deposite en un frasco oscuro todas las sustancias.2. Colóquelo en la estufa a 45 0 C de 1 – 2 horas.E. Para preparación de medio de montaje en P.V.A.:1. Tome 1 parte de P.V.A. y disuélvala en 4 partes de agua destilada agitando continuamente auna temperatura de 90 0 C.2. Filtre la solución hasta que no esté muy oscura.3. Concentre el filtrado claro por medio de un baño de maría hasta alcanzar una viscosidadcomo la del sirope.4. De formarse una nata en la superficie durante el proceso de evaporación se disolverárevolviendo dentro de la solución.5. Añada 22 partes de ácido láctico a 56 partes de P.V.A. concentrado y obtendrá el medio demontaje.Condiciones de seguridad:1. Las preparaciones de Berlese y de Keifer A, B y C deberán prepararse en frascos ámbar concierres herméticos debido a la alta volatilidad que presenta el Hidrato de coral.Requisitos de documentación:1. Registro de Trabajo.2. Registro de preparación de soluciones.Referencias:Técnicas y Metodología de Trabajo para los Laboratorios de Acarología