Contenido - Instituto de Investigaciones de Sanidad Vegetal

ContenidoDiagnóstico fitosanitarioSansevieria guineensis (Jack) Will, nuevo hospedante en Cuba de Erwinia chrysanthemi Burk 3Wilder Rodríguez Soto, Elena González Rabelo, Jesús González Barrios, Noemí Lastres González y Pedro Sánchez PérezLista de moscas blancas (Hemiptera: Auchenorrhyncha: Aleyrodidae) y sus plantas hospedantes en el Caribe 7Luis L. VázquezCatálogo de ácaros de la provincia de Matanzas 19Arlene Ramos y Pedro E. de la TorreEcologíaPatogenicidad de especies de Curvularia en arroz 23Giselle Estrada e Ileana SandovalMarchitamiento por Fusarium (mal de Panamá) en bananos: una revisión actualizada del conocimientopresente sobre su agente causal 27Luis Pérez-VicenteComportamiento del manchado del grano en variedades de arroz (Oryza sativa Lin.) de ciclo medio 39Regla M. Cárdenas Travieso, Elizabeth Cristo Valdés, Noraida Pérez León, Madelín González Vázquez,Deyanira Rivero González y Ariel Cruz TrianaPatogenicidad y virulencia de aislamientos de Erwinia sp. en semillas de papa importada 45Yuliet Franco, Marusia Stefanova y María F. CoronadoEvaluación de trampas engomadas para determinar preferencias de color y altura en Thrips palmiKarny (Thysanoptera: Thripidae) en papa 49Santiago F. Jiménez Jiménez, Isbel Díaz Torres y Dinorah López AlfonsoPersistencia de Beauveria bassiana (bálsamo) Vuillemin en las hojas de la caña de azúcar(Saccharum sp. híbrido) 53María E. Estrada y J. GuelmesControl biológicoUso de extractos acuosos de Nim, Azadirachta indica A. Juss en la oviposición de la mosca mexicanade la fruta Anastrepha ludens Loew (Diptera: Tephritidae) en naranja Valencia 57Alberto J. Valencia-Botín, Néstor Bautista-Martínez y José A. López-BuenfilComunicación cortaPresencia de termites en Fraxinus cubensis Griseb, especie endémica protegida 61Haylett Cruz, René López, María del C. Berrios y Natividad TrigueroIntercepción de patógenos fungosos en germoplasma importado de papa 63María Pueyo, Elsa Hidalgo, Michel Pérez, Lutgarda Betancourt y Jorge AbreuEspecies de hongos en Dracaena spp. 65Giselle Estrada, Ileana Sandoval y Tania Bonilla

ContentsPhytosanitary diagnosisSansevieria guineensis (Jack) Will, a New Host of Erwinia chrysanthemi Burk in Cuba 3Wilder Rodríguez Soto, Elena González Rabelo, Jesús González Barrios, Noemí Lastres González and Pedro Sánchez PérezList of Whiteflies (Hemiptera: Auchenorrhyncha: Aleyrodidae) and Their Host Plants in Caribbean 7Luis L. VázquezCatalogue of Mites from Matanzas Province 19Arlene Ramos and Pedro E. de la TorreEcologyPathogenicity of Curvularia Species in Rice 23Giselle Estrada and Ileana SandovalFusarium wilt (Panama disease) of Bananas: an Updating Review of the Current Knowledge on the Diseaseand its Causal Agent 27Luis Pérez-VicenteSpotted Seed Behavior on Rice (Oryza sativa Lin.) Varieties of Medium Cycle 39Regla M. Cárdenas Travieso, Elizabeth Cristo Valdés, Noraida Pérez León, Madelin González Vázquez,Deyanira Rivero González and Ariel Cruz TrianaPathogenicity and Virulence of Erwinia sp. Isolates in Imported Potato Seeds 45Yuliet Franco, Marusia Stefanova and María F. CoronadoEvaluation of Glued Traps to Determine Color and Height Preferences of Thrips palmi Karny (Thysanoptera:Thripidae) in Potato 49Santiago F. Jiménez Jiménez, Isbel Díaz Torres and Dinorah López AlfonsoPersistence of Beauveria bassiana (bálsamo) Vuillemin on Sugar Cane Plants Leaves (Saccharum sp. hibrid) 53María E. Estrada and J. GuelmesBiological controlUse of Neem, Azadirachta indica A. Juss, Aqueous Extracts on the Oviposition of Mexican Fruit Fly(Anastrepha ludens Loew (Diptera: Tephritidae) in Valencia Orange 57Alberto J. Valencia-Botín, Néstor Bautista-Martínez and José A. López-BuenfilShort communicationPresence of Termites in Fraxinus cubensis Griseb, Endemic Protected Specie 61Haylett Cruz, René López, María del C. Berrios and Natividad TrigueroFungi Patogens Interception in Imported Potato Germplasm 63María Pueyo, Elsa Hidalgo, Michel Pérez, Lutgarda Betancourt and Jorge AbreuFungi Species in Dracaena spp. 65Giselle Estrada, Ileana Sandoval and Tania Bonilla2/fitosanidad

inocularon por punción sobre la base del tallo de plantassanas de lengua de vaca y sobre frutos de tomate y pimiento,las que fueron mantenidas en cámara húmedapor 24 h antes y después de la inoculación en casa decristal. Para cada caso se realizaron cuatro réplicas poraislamiento (dos cepas LV-02) y se realizó un control conagua destilada estéril.A partir de los tejidos afectados de los materiales inoculadosse procedió a reaislar al patógeno sobre medio YDC yAN. Con el cultivo puro de cada aislamiento obtenido deeste proceso se realizaron pruebas morfológicas,bioquímicas y fisiológicas para identificar la especie y otrascomplementarias para el género Erwinia, indicadas porBradbury y Bergeys (1985). En todos los casos se siguieronlos procedimientos descritos por Castaño-Zapata yRíos (1994) y Schaad (1998).Una vez identificado el patógeno bacteriano, se procedióa realizar una caracterización patogénica sobre diferentesespecies de lengua de vaca presentes en el país, que fueronbrindadas por el Jardín Botánico Nacional a saber: 1)Sansevieria singulares (Jack) Will; 2) Sansevieria hanii (Jack)Will; 3) Sansevieria trifasciata (Jack) Will; 4) Sansevieriaaethiops (Jack) Will; 5) Sansevieria cilindrica (Jack) Will;6) Sansevieria zeylanica (Jack) Will; 7) Sansevieria guineensis(Jack) Will. Estas fueron inoculadas por el mismo métodoy a la misma concentración con cada uno de los aislamientosen estudio.RESULTADOS Y DISCUSIÓNDe los aislamientos realizados sobre placas de AN procedentesdel tejido vegetal infectado después de las 48 y72 h, se observaron colonias pequeñas, planas, ligeramentecirculares, de color blancuzco y de bordes irregulares.Sobre las plantas inoculadas se apreció el inicio de4/fitosanidadRodríguez y otrosuna pudrición acuosa a partir de las 24 h, la cual fue enprogreso y produjo la estrangulación de la planta por labase del tallo, con la consiguiente muerte del vegetal. Alcabo de las 72 h se vio una descomposición total deltejido vegetal alrededor de la zona inoculada con la exudaciónde una sustancia viscosa de olor fétido. Sobre losfrutos de tomate y pimiento se observó unasintomatología semejante de estado de putrefacción, lacual fue progresiva en el tiempo. En las muestras controlesno se notaron síntomas.La bacteria causante de los síntomas desarrolló sobre elmedio PDA colonias de bordes lobulados, centro pronunciadode color amarillo claro, que después de 72 h tomaronformas de «huevo frito». Sobre el medio endo-agar lascolonias fueron pequeñas, elevadas, de color rosado, bordesenteros, ligeramente circulares, y no se advirtió cambiode coloración del medio. Sobre KB se observaron coloniasde crecimiento abundante, sin pigmentación, lasque se tornaron de color blanco grisáceo después de variosdías. Estas características morfológicas antes mencionadasson muy semejantes a las descritas para el géneroErwinia, especie chrysanthemi por Bradbury (1985) yPérombelom (2002).Los resultados de las pruebas bioquímicas y fisiológicas semuestran en la Tabla 1, donde se puede apreciar que losaislamientos fueron bacilos gram negativos, de metabolismofermentativo y productores de protopectinasa, oxidasanegativa y catalasa positiva; produjeron ácido desde glucosa,arabinosa, manosa, celobiosa y glicerol, mientras queno lo hicieron desde trehalosa, lactosa y maltosa. Además,no redujeron los nitratos a nitritos, y no produjeronureasa ni indol. Todos los aislamientos crecieron a 35 o Csobre YDC. Estas características, unidas a las culturalesdescritas anteriormente, confirman la identificación deestos aislamientos como Erwinia chrysanthemi Burk, causantede pudriciones blandas en los cultivos.Tabla 1. Pruebas fisiológicas y bioquímicas de las cepas LV-02Prueba LV-02-1 LV-02-2 ErwiniachrysanthemiBurkTinción de gram Bacilos gram- Bacilos gram- Bacilos gram-MetabolismoF F FOxidativo (O)Fermentativo (F)Protopectinasa + + +Lecitinasa + + +Catalasa + + +Oxidasa – – –Triptofanasa + + +Reducción de– – –nitratoGelatinasa – – –Utilización de+ + +glucosaArabinosa + + +Manosa + + +

Sansevieria guineensis (Jack)...Prueba LV-02-1 LV-02-2 ErwiniachrysanthemiBurkTrehalosa - – –Celobiosa + + +Gricerol + + +Lactosa – – –Maltosa – – –Ureasa – – –Indol – – –Crecimiento a 35 o C + + +Sensibilidad a eritromocina(10 ìg)Sensible Sensible SensibleEn los años 1974 y 1975 se informó por primera vez estepatógeno bacteriano en Cuba al atacar los cultivos deplátano y maíz respectivamente [Rivera, 1978; García yMonteanu, 1978]. Desde entonces se han informado otroshospedantes, y según Stefanova (1990) se registran untotal de veintidós, entre los que se incluyen cultivos deimportancia económica. Actualmente este génerobacteriano ha sido clasificado como Pectobacterium [Haubenet al., 1998] –aunque esta nomenclatura no ha sido ampliamenteaceptada por los fitopatólogos [Pérombelom,2002]– y a nivel mundial también afecta gran número deespecies vegetales para las que se describen característicasmuy semejantes a las obtenidas en este trabajo [Mc Millanand Wang, 1992; Abdullah and Kadzimin, 1993; Sutraet al., 1999; Rodríguez et al., 2000]. De los estudios depatogenicidad realizados sobre las diferentes especies deeste género de planta presentes en el país se obtuvo quetodas manifestaron síntomas de pudrición con fetidez apartir de las 24 h, la cual fue en progreso, y al alcanzarun grado avanzado, produjeron la estrangulación del tejidovegetal y por consiguiente la muerte de la planta.Este trabajo constituye el primer reporte de esta enfermedadque afecta diferentes especies de plantas de lenguade vaca presentes en Cuba.CONCLUSIONES• De acuerdo con los resultados en las pruebasmorfológicas, bioquímicas, fisiológicas y depatogenicidad, se concluye que Erwinia chrysanthemiBurk es el causante de la patología descrita. Este trabajoconstituye el primer reporte de esta enfermedadque afecta diferentes especies de plantas de lengua devaca presentes en Cuba.REFERENCIASAdbullah, H.; S. Kadzimin: «Etiology of Bacterial Solf of Orchids»,J. Trop. Agro. Sci., 16(1):1-4, Pertanika, 1993.Bradbury, J. F.; P. H. Bergeys: Manual of Systematic Bacteriology, vol. 1,M. D., Baltimore, 1985.Castaño-Zapata, J.; L. Ríos: Guía para el diagnóstico y control deenfermedades en cultivos de importancia económica, AcademiaPress, Zamorano, Honduras, 1994.García, A.; G. Monteanu: «La pudrición bacteriana del tallo de maíz enCuba», Agrotecnia de Cuba, 10 (2):59-64, 1978.Harrigan, W. F.; M. E. Mc Cance: Laboratory Methods in Microbiology,Ed. Leon Academy, España, 1966.Hauben, L. E.; R. B. Moore; L. Vauterin; M. Steenackers; J. Mergaert; L.Verdorich; J. Swings: «Phylogenetic Positions of PhytopathogensWithin the Enterobacteriaceae», Systematic Applied Microbiology,21: 384-397, 1998.King, E. D.; M. K. Wand; D. E. Rancy: «Two Simple Media for theDemostration of Pyocianin and Fluorescei», J. Lab. Clin. Med.,44:301-307, 1954.Leszczynka-Borys, H.; H. Cortés; C. R. Borys; M. T. Borys: «Peligrospatológicos en plantas ornamentales y comestibles», MemoriasI Simposio Nacional sobre Plantas Nativas con Potencial Ornamentaly Comestible, UPAEP, Puebla, 2003.McMillan, R. T.; A. Wang: «A New Disease of Mango in Costa RicaCaused by Erwinia Like Bacteria», Proceedings Florida StateHorticultural Society, 105:288-289, 1992.Pérombelon, M. C.: «Potato Diseases Caused by Soft Rot Erwinias: anOverview of Pathogenesis», Plant Pathology, 51:1-2, 2002.Rivera, Nélida: «Estudio comparativo de dos nuevas enfermedadesbacterianas en áreas plataneras de Cuba», Agrotecnia de Cuba, 10(2):35-44, 1978.Rodríguez, W.; N. Morales; J. González; M. Dueñas: «Contaminación enplantas de apio por Erwinia chrysanthemi Burk», Revista Cubanade Farmacia, número especial, junio 2000.Roig y Mesa, J. T.: Diccionario botánico de nombres vulgares cubanos,3a. ed., Estación Experimental Agronómica Santiago de las Vegas,Ed. Consejo Nacional de Universidades, La Habana, 1965.Schaad, N. W.: Laboratory Guide for Identification of Plant Pathogenic Bacteria,The American Phytopathological Society, St. Paul, Minnesota, 1998.Stefanova, Marusia: «Lista de bacterias fitopatógenas de Cuba», CID-IISV, La Habana, 1990.Sutra, L. P.; K. Prior; L. M. Perlemoire; P. Risedd; P. Caao Van; L. Gardan:«Description of a New Disease on Eritrina sp. in Martinique (FrenchWest Indies) and Preliminary Characterization of the Causal Agentsas a Novel Erwinia sp.», Plant Pathology, 48:253-254, 1999.fitosanidad/5

FITOSANIDAD vol. 8, no. 4, diciembre 2004LISTA DE MOSCAS BLANCAS (HEMIPTERA:AUCHENORRHYNCHA: ALEYRODIDAE) Y SUS PLANTASHOSPEDANTES EN EL CARIBELuis L.VázquezInstituto de Investigaciones de Sanidad Vegetal. Calle 110 no. 514 e/ 5a. B y 5a. F, Playa, Ciudadde La Habana, CP 11600, c.e.: lvazquez@inisav.cuRESUMENLas moscas blancas son insectos de gran Interés económico por eldaño que ocasionan como fitófagos, o por la habilidad de algunasespecies para transmitir enfermedades causadas por geminivirus.Aunque en las islas del Caribe hay un relativo conocimiento sobre lafauna de Aleyrodidae, en los últimos años se han incrementado losestudios en la mayoría de los países que las componen. Hasta elpresente se han informado 74 especies, que representan el 10,4% delas conocidas en el mundo, y el 34,4% de la región Neotropical; aúnquedan especies colectadas que no se han identificado y otras queesperan ser descubiertas, pues es obvio que la riqueza faunísticadel Caribe debe ser mayor, por lo cual sería recomendable continuarlos estudios de las especies y sus plantas hospedantes a fin dereforzar este listado.Palabras clave: Hemiptera, Aleyrodidae, moscas blancas, CaribeABSTRACTWhiteflies are insects of great economic Interest for the damages thatthey cause as fitophagous or for the hability of some species to transmitdiseases caused for geminivirus.Though in the Caribbean islands there is a relative knowledge onAleyrodidae’s fauna, the studies have increased in the majority of thecountries that compose them last years. Up to the present, 74 speciesrepresenting 10.4 % of the known ones in the world and 34.4 % of theNeotropical region, have been informed; so there stay collectedspecies that have not been identified and others that expect to bediscovered, since it is obvious that the wealth Caribbean fauna mustbe major, for which it would be advisable to continue the studies of thespecies and host plants in order to reinforce this list.Key words: Hemiptera, Aleyrodidae, whiteflies, CaribbeanINTRODUCCIÓNLas moscas blancas son consideradas insectos de graninterés agrícola, debido a la eficiencia de algunas especiespara transmitir virus que causan enfermedades a las plantas,o por los daños directos que provocan al alimentarsede las hojas, e incluso por el efecto indirecto al favorecerel desarrollo de hongos que cubren la superficie de estosórganos, y limitar así la actividad fotosintética, entre otrasafectaciones.Desde el punto de vista faunístico, la región Neotropicalen general y el Caribe insular en particular, tienen unadiversa representatividad de especies de esta familia, lamayoría de ellas notificadas por A. L. Quaintance, A. C.Baker y G. Bondar en los primeros años del siglo XX, todolo cual fue enriquecido por otros autores, principalmentepor Louise M. Russell desde la década del cuarenta. Losresultados de esta trayectoria de investigacionestaxonómicas fueron resumidos en la obra de Mound yHalsey (1978), quienes alistaron 1 156 especies en 126géneros para el mundo, y señalaron que existía un grannúmero de especies por descubrir en las áreas tropicales.Precisamente, debido a la importancia de estos insectos,en los últimos años se han realizado contribuciones alconocimiento de las especies existentes y sus plantashospedantes en diferentes países del Caribe, que sin dudaenriquecieron la información que sobre este particularexistía.Por ello, el presente artículo tiene el propósito de compilarlos resultados de esas contribuciones para ofreceral interesado un documento de consulta que sea de utilidad.MATERIALES Y MÉTODOSA partir de la obra de Mound y Halsey (1978), que es laprincipal compilación mundial sobre los Aleyrodidae, seobtuvo la información básica de esta familia en la región,por lo que hasta esa fecha todo lo informado en los estudiostaxonómicos anteriores se ampara con tal referencia,aunque, por supuesto, los informes fueron realizados porlos autores que ellos citan. También se refieren algunosestudios faunísticos locales realizados entonces.Además, durante la década del noventa en algunos paísesse han elaborado inventarios de especies y de plantashospedantes que han aportado nuevos conocimientos so-fitosanidad/7

Luis L. Vázquezbre este particular, principalmente motivados por los problemasde Bemisia tabaci Gennadius y Trialeurodesvaporariorum Westwood en varios cultivos anuales, resultadosque tambien se incluyen.A los efectos el presente trabajo se ha limitado al Caribeinsular que, como parte de la región Neotropical, comprendetodas las islas cuyas costas son bañadas por elMar Caribe (Antillas Mayores y Menores) y algunas deellas por el Océano Atlántico, incluyendo las Bahamas.Las especies de Aleyrodidae se ordenan alfabéticamentey en cada una se incluye la información sobre distribución(países del Caribe insular donde se ha notificado),hospedantes (por orden alfabético, los nombrescientíficos de las plantas en que se ha informado). Alfinal aparecen las referencias de donde se obtuvo lainformación.RESULTADOS Y DISCUSIÓNAleyrodinaeEspecie: Aleurocanthus spiniferus (Quaintance)Distribución: JamaicaHospedantes: Citrus spp.Referencias: Mound y Halsey (1978)Especie: Aleurocanthus woglumi AshbyDistribución: Bahamas, Barbados, Cuba,Dominica, Haití, Islas Caymán, Jamaica,República DominicanaHospedantes: Cestrum diurnum, Cestrum nocturnum, Citrus limon, Citrus paradisii, Citrus sinensis,Citrus spp., Coffea arabica, Eugenia uniflora, Guazuma tomentosa, Lagerstroemia indica, Malpighiapunicifolia, Mangifera indica, Murraya paniculata, Persea americana, Pouteria mammosa, Psidiumguajava, Punica granatum, Tournefolia hirsutissimaReferencias: Álvarez y Abud (1997), Bruner et al. (1975), Mound y Halsey (1978), Nguyen et al.(1993), Vázquez (1999)Especie: Aleurocerus flavomarginatus BondarDistribución: Cuba, TrinidadHospedantes: Cocos nucifera, Musa sp.Referencias: Russell (1986), Vázquez (1999)Especie: Aleurocerus sp.Distribución: TrinidadHospedantes: Musa sp., Cocos sp.Referencias: Mound y Halsey (1978)Especie: Aleuroglandulus emmae RussellDistribución: CubaHospedantes: Gardenia jasminoidesReferencias: Bruner et al. (1975), Mound y Halsey (1978), Vázquez (1999)Especie: Aleuroglandulus malangae RussellDistribución: Cuba, Guadalupe, RepúblicaDominicanaHospedantes: Coladium bicolor, Colocasia sp., Persea americana, Psidium guajava, Xanthosomasagittaefolium, Xanthosoma violaceumReferencias: Álvarez et al. (1993), Alvarez y Abud (1997), Bruner et al. (1975), Etienne et al.(1991), Mound y Halsey (1978), Vázquez et al. (1995), Vázquez (1999)Especie: Aleuroparadoxus gardeniae RussellDistribución: CubaHospedantes: Gardenia sp.Referencias: Bruner et al. (1975), Mound y Halsey (1978)8/fitosanidad

Lista de moscas blancas (Hemiptera....Especie: Aleuroparadoxus trinidadensis RussellDistribución: TrinidadHospedantes: Davilla asperaReferencias: Mound y Halsey (1978)Especie: Aleuroplatus oculiminutus Quaintance yBakerDistribución: TrinidadHospedantes: Ficus sp.Referencias: Mound y Halsey (1978)Especie: Aleuroplatus cococolus Quaintance y BakerDistribución: Cuba, TrinidadHospedantes: Cocos nucifera, Eugenia michelii, Eugenia unifloraReferencias: Bruner et al. (1975), Mound y Halsey (1978)Especie: Aleuroplatus crustatus BondarDistribución: CubaHospedantes: Psidium cymosumReferencias: Bruner et al. (1975)Especie: Aleuroplatus gelatinosus (Cockerell)Distribución: CubaHospedantes: Casasia calophylaReferencias: Bruner et al. (1975)Especie: Aleuroplatus validus Quaintance y BakerDistribución: Jamaica, CubaHospedantes: Espadaea amoenaReferencias: Bruner et al. (1975), Mound y Halsey (1978)Especie: Aleuroplatus vinsonioides (Cockerell)Distribución: CubaHospedantes: Nectandra earlei, Ocotea sp.Referencias: Mound y Halsey (1978), Zayas (1988)Especie: Aleuroplatus sp.Distribución: CubaHospedantes: Rosa sp.Referencias: Bruner et al. (1975)Especie: Aleuroplatus sp.Distribución: CubaHospedantes: Guajacum officinaleReferencias: Bruner et al. (1975)Especie: Aleuroplatus spp.Distribución: República DominicanaHospedantes: Anacardium occidentale, Coccoloba uvifera, Cocos nucifera, Psidium guajava, Terminaliacatappa, Theobroma cacaoReferencias: Álvarez y Abud (1997)fitosanidad/9

Luis L. VázquezEspecie: Aleurothrixus floccosus(Maskell)Distribución: Bahamas, Barbados, Cuba,Dominica, Guadalupe, Haití, IslasVírgenes, Jamaica, Nevis, Puerto Rico,República Dominicana, St. Kitts, TrinidadHospedantes: Annona squamosa, Bursera simaruba, Canna coccinea, Callophyllum antillanum,Calocarpum sapota, Capsicum frutescens, Citrus aurantifolia, Citrus limon, Citrus sinensis, Coffeaarabica, Cordia collococca, Guaiacum officinale, Lycopersicon esculentum, Mangifera indica, Perseaamericana, Psidium guajava, Solanum melongenaReferencias: Álvarez et al. (1993), Álvarez y Abud (1997), Bruner et al. (1975), Etienne et al.(1991), Mound y Halsey (1978), Nguyen et al. (1993), Vázquez et al. (1995), Vázquez (1999)Especie: Aleurothrixus myrtacei BondarDistribución: Barbados, Cuba, GuadalupeHospedantes: Gardenia jasminoides, Psidium guajavaReferencias: Bruner et al. (1975), Etienne et al. (1991), Mound y Halsey (1978)Especie: Aleurotrachelus stellatus HempelDistribución: GuadalupeHospedantes: Cocos nuciferaReferencias: Etienne et al. (1991)Especie: Aleurotrachelus trachoides (Back)Distribución: Antigua, Barbados, Cuba,Guadalupe, Jamaica, Puerto Rico,República Dominicana, TrinidadHospedantes: Annona muricata, Annona reticulata, Annona squamosa, Bauhinia divaricata, Calocarpumsapota, Canavalia ensiformis, Canna coccinea, Capraria biflora, Capsicum annuum, Capsicum frutescens,Calophyllum antillanum, Cestrum diurnum, Citrus limon, Clerodendron sagraei, Coccoloba uvifera,Datura stramonium, Ficus membranaceae, Ficus retusa, Guaiacum officinale, Guazuma tomentosa,Hibiscus elatus, Ipomoea batata, Ipomea tiliacea, Leucaena sp., Lycopersicon esculentum, Nicotianatabacum, Persea americana, Petiveria alliacea, Psidium guajava, Rosa sp., Solanum lycopersicum,Solanum melongena, Solanum nigrum, Solanum seaphortianum, Solanum torvum, Tabebuia pallida,Tectona grandis, Theobroma cacao, Xanthosoma saggitaefliumReferencias: Álvarez et al. (1993),Álvarez y Abud (1997), Bruner et al. (1975), Etienne et al.(1991), Mound y Halsey (1978), Vázquez et al. (1995), Vázquez (1999)Especie: Aleurotrachelus sp.Distribución: CubaHospedantes: Smilax havanensisReferencias: Bruner et al. (1975)Especie: Aleurotrachelus spp.Distribución: Jamaica, TrinidadHospedantes: Coccoloba uvifera, Inga vera, Nectandra antillana, Psychotria sp., Petrea arborea, TectonagrandisReferencias: Mound y Halsey (1978)Especie: Aleurotuberculatus minutus (Singh)Distribución: República Dominicana10/fitosanidadHospedantes: Ixora coccineaReferencias: Álvarez y Abud (1997)Especie: Aleurotulus anthuricola NakaharaHospedantes: Anthurium andreana, Anthurium palmarumReferencias: Álvarez y Abud (1997), Etienne et al. (1991)Distribución: Guadalupe, RepúblicaDominicana

Lista de moscas blancas (Hemiptera....Especie: Bellitudo campaeRussellDistribución: JamaicaHospedantes: Coccoloba uviferaReferencias: Mound y Halsey (1978)Especie: Bellitudo cubae RussellDistribución: CubaHospedantes: Coccoloba retusaReferencias: Bruner et al. (1975), Mound y Halsey (1978)Especie: Bellitudo hispaniolae RussellDistribución: Haití, República DominicanaHospedantes: Coccoloba diversifolia, Coccoloba laurifoliaReferencias: Mound y Halsey (1978)Especie: Bellitudo jamaicae RussellDistribución: JamaicaHospedantes: Coccoloba longiflora, Coccoloba uvifera, Coccoloba venosaReferencias: Mound y Halsey (1978)Especie: Bemisia tabaci (Gennadius)Distribución: Barbados, Cuba, Dominica,Guadalupe, Haití, Jamaica, Martinica,Montserrat, Nevis, Puerto Rico, San Kittts,San VicenteHospedantes: Abelmoschus esculentus, Abrus precatorius, Acalypha havanensis, Acalypha wilkesiana,Acanthospermum hispidum, Achyrantes aspera, Alcea rosea, Alocasia macrorhiza, Allamanda violacea,Amaranthus crassipes, Amaranthus dubius, Amaranthus hybridus, Amaranthus viridis, Ammis majus,Annona muricata, Arachis hypogae, Argemone mexicana, Aster ericoides, Beta vulgaris, Beta vulgaris var.cicla, Bidens polosus, Boerhaavia erecta, Brassica napus var. esculenta, Brassica oleracea var. botrytis,Brassica oleracea var. capitata, Brassica oleracea vr. gonglodes, Citrullus lanatus, Colubrina arborescens,Bromelia pinguin, Cajanus cajan, Calendula officinalis, Callistephus chinensis, Canavalia ensiformis,Canna spp., Capscum annuum, Capsicum chinense, Capsicum. frutescens, Capraria biflora var. pilosa,Carica papaya, Cassia tora, Catharanthus roseus, Cestrum nocturnum, Chamaesyce berteiana,Chamaesyce hirta, Chamaesyce hyssopifolia, Chamaesyce prostrata, Chrysanthemum morifolium, Cicerarientinum, Citrullus vulgaris, Cleome houstoni, Cleome viscosa, Commelina spp., Cordia dentata, Crotonlobatus, Cucumis anguria, Cucumis melo, Cucumis sativus, Cucurbita moschata, Cucurbita pepo, Dahliacoccinea, Datura stramonium, Desmodium spp., Dianthus sp., Dichrostachys glomerata, Emiliasonchifolia, Euphorbia heterophylla, Euphorbia hirta, Euphorbia pulcherrima, Flaveria trinervia, Gerberajamesonii, Glycine max, Gossypium barbadense, Gossypium hirsutum, Guazuma tomentosa, Helianthusannus, Heliotropium arborescens, Heliotropium indicum, Hibiscus elatus, Hibiscus esculentus, Hibiscusrosa-sinensis, Ipomoea batatas, Ipomoea. Crassicaulis, Ipomoea. Triloba, Jatropha gossypifoli, aKalstroemia maxima, Lactuca sativa, Lagenaria siceraria, Lagerstroemia indica, Lantana camara, Leonotisnepetifolia, Lippia alba, Luffa acutangula, Luffa aegyptiaca, Lycopersicon esculentum, Lycopersiconpimpinellifolium, Macroptilium lathyroides, Malachra spp., Mangifera indica, Manihot esculenta,Melampodium sp., Menta argvensis, Menta piperita, Momordica balsamina, Momordica charantia,Mucuna pruriens, Musa nana, Musa paradisiaca, Nerium oleander, Nicotiana tabacum, Ocimunbasilicum, Parthenium hysterophorus, Persea americana, Petunia sp., Phaseolus lunatus, Phaseolusvulgaris, Phyla scaberrima, Physalis angulata, Pluchea odorota, Portulaca oleraceae, Psidium guajava,Raphanus sativus, Rosa sp., Sechium edule, Sida acuta, Sida spinosa, Spondias purpurea, Solanummelongena, Solanum torvum, Solanum tuberosum, Solidaster luteus, Tagetis patula, Tridax procumbens,Ureña lobata, Vernonia cinerea, Vicia faba, Xanthium chinensis (= strumarium), Vigna sinensis, Vignaunguiculata, Vigna unguiculata ssp. sesquipedalis, Vitis vinifera, Walteria americana, Xanthosomasagittifolium, Zinnia elegansReferencias: Alvarez y Abud (1997), Bruner et al. (1975), Donis y Prophete (1997), Etienne et al.(1991), Mound y Halsey (1978), Ryckewaert y Alauzet (2001), Vázquez et al. (1995), Vazquezet al. (1996), Vázquez (1999)fitosanidad/11

Luis L. VázquezEspecie: Bemisia tuberculataBondarDistribución: República DominicanaHospedantes: Manihot esculentaReferencias: Álvarez y Abud (1997)Especie: Crenidorsum armatae RussellDistribución: CubaHospedantes: Coccoloba armataReferencias: Mound y Halsey (1978)Especie: Crenidorsum commune RussellDistribución: Bahamas, HaitíHospedantes: Coccoloba bergesiana ovato lanceolata, Coccoloba diversifolia, Coccoloba krugii, Coccolobalaurifolia, Coccoloba northropiae, Coccoloba uviferaReferencias: Mound y Halsey (1978)Especie: Crenidorsum debordae RussellDistribución: HaitíHospedantes: Coccoloba rotundifoliaReferencias: Mound y Halsey (1978)Especie: Crenidorsum diaphanum RussellDistribución: HaitíHospedantes: Coccoloba rotundifoliaReferencias: Mound y Halsey (1978)Especie: Crenidorsum differens RussellDistribución: Guadalupe, MonserratHospedantes: Coccoloba grandifoliaReferencias: Mound y Halsey (1978)Especie: Crenidorsum leve RussellDistribución: Islas Virgenes, Puerto RicoHospedantes: Coccoloba krugii, Coccoloba obtusifoliaReferencias: Mound y Halsey (1978)Especie: Crenidorsum magnisetae RussellDistribución: Haití, JamaicaHospedantes: Coccoloba diversifolia, Coccoloba retusa, Coccoloba revolutaReferencias: Mound y Halsey (1978)Especie: Crenidorsum malpighiae RussellDistribución: CubaHospedantes: Malpighia glabra, Malpighia punicifoliaReferencias: Bruner et al. (1975), Mound y Halsey (1978)Especie: Crenidorsum marginale RussellDistribución: República DominicanaHospedantes: Coccoloba pubescensReferencias: Mound y Halsey (1978)12/fitosanidad

Lista de moscas blancas (Hemiptera....Especie: Crenidorsum ornatumRussellDistribución: JamaicaHospedantes: Coccoloba longifoliaReferencias: Mound y Halsey (1978)Especie: Crenidorsum stimaphylli RussellDistribución: Cuba, Puerto RicoHospedantes: Stigmaphyllon sagraeanumReferencias: Mound y Halsey (1978)Especie: Crenidorsum tuberculatum RussellDistribución: Puerto RicoHospedantes: Coccoloba obtusifoliaReferencias: Mound y Halsey (1978)Especie: Dialeurodes buscki Quaintance y BakerDistribución: Puerto RicoHospedantes: No identificadoReferencias: Mound y Halsey (1978)Especie: Dialeurodes citrifolii (Morgan) Distribución: Barbados, Cuba, Jamaica,Puerto Rico, República Dominicana,TrinidadHospedantes: Citrus limon, Citrus paradisi, Citrus reticulata, Citrus sinensis, Dioscorea alata, GardeniajasminoidesReferencias: Álvarez y Abud (1997), Bruner et al. (1975), Mound y Halsey (1978), Vázquez(1999)Especie: Dialeurodes kirkaldyi (Kotinsky) Distribución: Cuba, Jamaica, RepúblicaDominicana, TrinidadHospedantes: Citrus paradisi, Citrus sinensis, Coffea arabica, Jasminum spp., Persea americanaReferencias: Álvarez y Abud (1997), Bruner et al. (1975), Mound y Halsey (1978), Vázquez(1999)Especie: Dialeurodes spp.Distribución: JamaicaHospedantes: Canna sp., Citrus sp., Eugenia sp.Referencias: Mound y Halsey (1978)Especie: Tetraleurodes acaciae (Quaintance)Distribución: Jamaica, RepúblicaDominicanaHospedantes: Bauhinia variegata, Brya ebenus, Cassia javanica, Cassia siamea, Centrosema virginianum,Erythrina christogalli, Ixora coccinea, Phaseolus lunatus, Phaseolus vulgaris, Piscidia piscipula, RhamnuscalifornicaReferencias: Álvarez y Abud (1997), Mound y Halsey (1978)Especie: Tetraleurodes fici Quaintance y BakerDistribución: CubaHospedantes: Ficus sp.Referencias: Mound y Halsey (1978)fitosanidad/13

Especie: Tetraleurodes mori(Quaintance)Luis L. VázquezDistribución: Cuba, JamaicaHospedantes: Dichrostachys glomerata, Dichrostachys nutans, Guazuma tomentosa, Psidium guajava,Pyrostegia ígneaReferencias: Bruner et al. (1975), Mound y Halsey (1978)Especie: Tetraleurodes stellata (Maskell)Distribución: JamaicaHospedantes: Guaiacum officinaleReferencias: Mound y Halsey (1978)Especie: Tetraleurodes ursorum (Cockerell)Distribución: Puerto RicoHospedantes: Coccoloba sp., Rosa sp.Referencias: Mound y Halsey (1978)Especie: Tetraleurodes spp.Distribución: Jamaica, TrinidadHospedantes: Annona muricata, Casearia guianensis, Cocos nuciferaReferencias: Mound y Halsey (1978)Especie: Trialeurodes abutiloneus (Haldeman)Distribución: Cuba, Jamaica, Puerto Rico,República Dominicana, TrinidadHospedantes: Capsicum frutescens, Gossypium hirsutum, Manihot esculenta, Phaseolus vulgaris, PlucheaodorataReferencias: Alvarez y Abud (1997), Bruner et al. (1975), Mound y Halsey (1978), Vázquez et al.(1995), Vázquez (1999)Especie: Trialeurodes floridensis (Quaintance)Distribución: Bahamas, Cuba, Puerto Rico,República DominicanaHospedantes: Annona reticulata, Citrus spp., Guazuma tomentosa, Persea americana, Psidium guajavaReferencias: Álvarez y Abud (1997), Bruner et al. (1975), Mound y Halsey (1978), Vázquez(1999)Especie: Trialeurodes mirissimus Sampson y DrewsDistribución: Jamaica, St.Kitts, TrinidadHospedantes: Casearia hirsuta, Citrus sp., Petrea arboreaReferencias: Mound y Halsey (1978)Especie: Trialeurodes vaporariorum (Westwood)Distribución: Barbados, Guadalupe, PuertoRico, República DominicanaHospedantes: Amaranthus dubius, Amaranthus hybridus, Amaranthus viridis, Alternanthera sessilis,Apium graveolens, Beta vulgaris, Bidens pilosa, Brassica kaber, Brassica oleracea, Cassia eripta,Catharanthus roseus, Chamasyce hyssopifolia, Chaptalia nutans, Chenopodium album, Chenopodiumambrosioides, Chenopodium murale, Chrysanthemun sinense, Cleome gynandra, Cucumis sativus,Cucúrbita moschata, Datura arborea, Datura stramonium, Dianthus caryophyllus, Emilia sonchifolia,Eupatorium odoratum, Euphorbia heterophylla, Galinsoga ciliata, Galinsoga parviflora, Hibiscus rosasinensis,Lactuca intybacea, Lactuca sativa, Leonorus sibiricu, Lantana aculeata, Lepidium virginicum,Lycopersicon esculentum, Malachra alceifolia, Oxalis intermedia, Parthenium hysterophorus, Phaseolusvulgaris, Phaseolus vulgaris humilis, Phaseolus sp., Plantago major, Poligonum punctaltum, Psidiumguajava, Rumex crispus, Sida rhombifolia, Solanum americanum, Solanum melongena, Solanum torvum,Solanum tuberosum, Sonchus asper, Triumfetta semitriloba, Xanthium occidentaleReferencias: Alvarez et al (1993), Etienne et al. (1991), Mound y Halsey (1978)14/fitosanidad

Lista de moscas blancas (Hemiptera....Subfamilia AleurodicinaeEspecie: Aleurodicus antillensis DozierDistribución: Puerto RicoHospedantes: Calophyllum antillanum, Cocos nucifera, Erythrina glaucaReferencias: Mound y Halsey (1978)Especie: Aleurodicus capiangae BondarDistribución: Anguila, TrinidadHospedantes: Citharexylum sp., Inga sp., Musa sapientumReferencias: Mound y Halsey (1978)Especie: Aleurodicus cocois (Curtis) Distribución: Anguila, Barbados, Cuba,Granada, Jamaica, Monserrat, RepúblicaDominicana, San Vicente, TrinidadHospedantes: Anacardium occidentale, Annona muricata, Annona reticulata, Annona squamosa, Bryaebenus, Cocos nucifera, Exoplectra sp., Musa paradisiaca, Musa sapientum, Psidium guajavaReferencias: Álvarez et al. (1993), Álvarez y Abud (1997), Mound y Halsey (1978), Vázquez(1999)Especie: Aleurodicus dispersus RussellDistribución: Barbados, Cuba, Dominica,Guadalupe, Haití, Martinica, RepúblicaDominicanaHospedantes: Acalypha hispida, Annona squamosa, Calophyllum calaba, Capsicum frutescens, Caricapapaya, Chrysalidocarpus lutescens, Coccoloba uvifera, Cocos nucifera, Coleus sp., Crinum americanum,Dioscorea sp., Ficus religiosa, Hibiscus sp., Inga ingoides, Manihot esculenta, Musa paradisiaca, Musasapientum, Persea americana, Psidium guajava, Solandra sp., Solanum melongena, Spathyphylum sp.,Terminalia catappaReferencias: Álvarez y Abud (1997), Etienne et al. (1991), Mound y Halsey (1978), Vázquez etal. (1995), Vázquez (1999)Especie: Aleurodicus griseus DozierDistribución: Puerto RicoHospedantes: Eugenia buxifoliaReferencias: Mound y Halsey (1978)Especie: Aleurodicus guppyii Quaintance y BakerDistribución: TrinidadHospedantes: Rheedia latifloraReferencias: Mound y Halsey (1978)Especie: Aleurodicus jamaicensis CockerellDistribución: JamaicaHospedantes: Cocos nucifera, Mikania cordifoliaReferencias: Mound y Halsey (1978)Especie: Aleurodicus maritimus HempelDistribución: TrinidadHospedantes: Psidium guajavaReferencias: Mound y Halsey (1978)Especie: Aleurodicus neglectus Quaintance y BakerDistribución: Barbados, TrinidadHospedantes: Annona reticulata, Annona squamosa, Cecropia concolor, Cocos nucifera, Ficus bengalensis,Psidium guajava, Theobroma cacaoReferencias: Mound y Halsey (1978)fitosanidad/15

Luis L. VázquezEspecie: Aleurodicus pulvinatus(Maskell)Distribución: TrinidadHospedantes: Jatropha sp., Persea sp., Psidium guajava, Vismia sp.Referencias: Mound y Halsey (1978)Especie: Aleurodicus trinidadensis Quaintance yBakerDistribución: TrinidadHospedantes: Cocos nucifera, Eupatorium odoratum, Musa sapientumReferencias: Mound y Halsey (1978)Especie: Ceraleurodicus assymmetricus BondarDistribución: TrinidadHospedantes: Cocos nuciferaReferencias: Mound y Halsey (1978)Especie: Ceraleurodicus sp.Distribución: TrinidadHospedantes: Citrus spReferencias: Mound y Halsey (1978)Especie: Dialeurodicus tracheiferus Sampson y DrewsDistribución: TrinidadHospedantes: Eugenia sp.Referencias: Mound y Halsey (1978)Especie: Hexaleurodicus ferrisi Sampson y DrewsDistribución: TrinidadHospedantes: Passiflora spReferencias: Mound y Halsey (1978)Especie: Lecanoideus mirabilis (Cockerell)Distribución: TrinidadHospedantes: Annona squamosa, Cananga odorataReferencias: Mound y Halsey (1978)Especie: Lecanoideus sp.Distribución: República DominicanaHospedantes: Nectandra spp.Referencias: Álvarez y Abud (1997)Especie: Leonardius lahillei (Leonardi)Distribución: Puerto RicoHospedantes: Phoradendron sp., Prunus sp., Steirotis flexicaulisReferencias: Mound y Halsey (1978)Especie: Metaleurodicus cardini (Back) Distribución: Cuba, Jamaica, RepúblicaDominicanaHospedantes: Citharexylum spinosum, Citrus sp., Citruis sinensis, Cocos nucifera, Guaiacum officinalis,Pimenta officinalis, Psidium cymosum, Psidium guajava radii, Psidium guajava, Guazuma tomentosa,Malpighia urensReferencias: Alvarez y Abud (1997), Mound y Halsey (1978), Vázquez (1999)16/fitosanidad

Lista de moscas blancas (Hemiptera....Especie: Metaleurodicus minimus(Quaintance)Distribución: Puerto RicoHospedantes: Cestrum diurnum, Psidium guajavaReferencias: Mound y Halsey (1978)Especie: Metaleurodicus sp.Distribución: JamaicaHospedantes: Eugenia sp.Referencias: Mound y Halsey (1978)Especie: Octaleurodicus pulcherrimus (Quaintance yBaker)Distribución: TrinidadHospedantes: Cocos nuciferaReferencias: Mound y Halsey (1978)Especie: Paraleyrodes naranjae DozierDistribución: Puerto RicoHospedantes: Citrus spReferencias: Mound y Halsey (1978)Especie: Paraleyrodes perseae (Quaintance)Distribución: CubaHospedantes: Citrus sinensis, Guazuma tomentosa, Psidium guajavaReferencias: Mound y Halsey (1978), Vázquez (1999)Especie: Paraleyrodes pulverans BondarDistribución: GuadalupeHospedantes: Cocos nuciferaReferencias: Etienne et al. (1991)Especie: Paraleyrodes urichii Quaintance y BakerDistribución: Barbados, Guadalupe,TrinidadHospedantes: Caesalpinia sp., Citharexylum sp., Citrus sp., Cocos nucifera, Pithecolobium sp., PsidiumguajavaReferencias: Etienne et al. (1991), Mound y Halsey (1978)Especie: Paraleyrodes spp.Distribución: Jamaica, RepúblicaDominicanaHospedantes: Canna sp., Cassia spp., Capsicum annuum, Citrus spp., Cocos nucifera, Coccoloba uvifera,Guaiacum officinale, Ixora coccinea, Psidium guajava, Theobroma cacaoReferencias: Álvarez y Abud (1997)En total se alistan 74 especies, que representan el 10,4%de las especies informadas para el mundo, y el 36,1 delas informadas en la región Neotropical, si se comparacon Mound y Halsey (1978), aunque como se observa,en varios paises se informan especies no identificadasaún. (Tabla 1).La información que existe actualmente sobre los Aleyrodidaede las islas del Caribe es limitada, toda vez que son insuficienteslas colectas y estudios taxonómicos realizados, loque sugiere la necesidad de ampliar las investigaciones yprofundizar en la búsqueda de nuevas especies, pues lariqueza en taxas endémicos debe ser mayor.De particular interés por su endemismo resultan los génerosBellitudo y Crenidorsum, en los que el ciento por cientode las especies conocidas están en el Caribe, seguido de losgéneros Aleuroglandulus (40%), Aleurodicus (41,4%),Hexaleurodicus, Lecanoideus, Leonardius y Paraleyrodes (50%).Las especies con mayor número de hospedantes conocidosson B. tabaci, T. vaporariorum y A. trachoides, todas deimportancia en plantas cultivadas.fitosanidad/17

Luis L. VázquezTabla1. Resumen taxonómico de la familia Aleyrodidae en el Caribe insularSubfamilias GénerosNúmero de especies 1 Por ciento en el CaribeMundo Neotrópico Caribe 2 Mundo NeotrópicoAleyrodinae Aleurocanthus 68 2 2 2,9 100Aleurocerus 10 10 1 10 10Aleuroglandulus 5 5 2 40 40Aleuroparadoxus 10 7 2 20 28,6Aleuroplatus 86 17 6 7 35,3Aleurothrixus 18 14 2 11 14,3Aleurotrachelus 75 19 2 2,7 10,5Aleurotuberculatus 64 1 1 1,6 1,6Aleurotulus 5 3 1 20 33,3Bellitudo 4 4 4 100 100Bemisia 37 5 2 13,5 40Crenidorsum 12 12 12 100 100Dialeurodes 132 5 3 3,8 2,2Tatraleurodes 50 14 5 8 28,6Trialeurodes 56 17 5 9 29,4Aleurodicinae Aleurodicus 29 23 12 41,4 52,2Ceraleurodicus 11 10 1 9,1 10Dialeurodicus 10 10 1 10 10Hexaleurodicus 2 2 1 50 50Lecanoideus 2 2 1 50 50Leonardius 2 2 1 50 50Metaleurodicus 9 9 2 22.2 22,2Octaleurodicus 2 2 1 50 50Paraleyrodes 10 10 4 50 50Totales 24 709 205 74 10,4 36,11Para el mundo y el Neotrópico según Mound y Halsey (1978).2Solo se incluyen las identificadas hasta especie.REFERENCIASÁlvarez, P.; L. Alfonseca; A. Abud; A. Villar; R. Rowland; E. Marcano; J. C.Borbón; L. Garrido: «Las moscas blancas en la República Dominicana»,en «Las moscas blancas (Homoptera: Aleyrodidae) en América Latinay el Caribe», Memorias del Taller Centroamericano y del Caribe sobreMoscas Blancas», Turrialba, Costa Rica, 3-5 de agosto de 1992, SerieTécnica, Informe Técnico no. 205, CATIE, 1993, pp. 34-37.Álvarez, P.; A. Abud: «Situación y manejo de la mosca blanca ygeminivirus en la República Dominicana», VI Taller Latinoamericanoy del Caribe sobre Moscas Blancas y Geminivirus», Memorias, JuntaAgroempresarial Dominicana, Santo Domingo, 18-19 agosto1997,pp. 15-19.Bruner, S. C.; S. C. Scaramuzza; A. R. Otero: Catálogo de los insectosque atacan a las plantas económicas de Cuba, 2a. ed., Instituto deZoología, ACC, La Habana, 1975.Donis, J.; E. Prophete: «Las moscas blancas (Homoptera: Aleyrodidae) enHaití: situación actual y manejo», VI Taller Latinoamericano y del Caribesobre Moscas Blancas y Geminivirus», Memorias, Junta AgroempresarialDominicana, Santo Domingo, 18-19 agosto, 1997, p.11.Etienne, J.; J. B. Quiot; L. M. Russell: «Les Aleyrodidae de Guadeloupe,cas de Bemisia tabaci. Recontres Caraibes en lutte biologique»,Guadeloupe, 5-7 novembre, 1990, Ed. INRA, París, Les Colloquesno. 58, 1991, pp. 85-91.Mound, L. A.; S. H. Halsey: Whitefly of the World. A Systematic Catalogueof the Aleyrodidae (Homoptera) with Host Plant and NaturalEnemy Data, British Museum (Natural History), 1978.Nguyen, R.; R. I. Sailer; A. B. Hamon: Catalog of Aleyrodidae on Citrus andTheir Natural Enemies (Homoptera: Aleyrodidae), Occasional Paperof the Florida State Colloection of Arhroopods, vol. 8, March 1993.Ryckewaert, P.; C. Alauzet: «Characterization of Bemisia (Hom,Aleyrodidae) from the Lesser Antilles by Electrophoresis», J. Appl.Ent. 125:263-266, 2001.Vázquez, L. L.: «Whiteflies (Homoptera: Aleyrodidae) of Cuba andTheir Host Plants», Bolletino del Laboratorio di Entomologia AgrariaFilippo Silvestri (Naples, Italy), vol. LV, 1999, pp.139-149.Vázquez, L. L.; Martha de la Iglesia; Dinorah López; Roquelina Jiménez;Amelia Mateo; Elia R. Vera: «Moscas blancas (Homoptera: Aleyrodidae)detectadas en los principales cultivos agrícolas de Cuba», ManejoIntegrado de Plagas (Costa Rica) no. 36, 1995, pp. 18-21.Vázquez, L. L.; R. Jiménez; M. de la Iglesia; A. Mateo; M. Borges:«Plantas hospederas de Bemisia tabaci (Homoptera: Aleyrodidae)en Cuba», Rev. Biol. Trop. (Costa Rica), 44(3)/45(1):143-148, 1996.Zayas, F. de: Entomofauna cubana. Superorden Hemipteroidea. ÓrdenesHomoptera y Heteroptera, Ed. Científico-Técnica, t. 7, La Habana,1988, pp. 58-65.18/fitosanidad

FITOSANIDAD vol. 8, no. 4, diciembre 2004CATÁLOGO DE ÁCAROS DE LA PROVINCIA DE MATANZASArlene Ramos 1 y Pedro E. de la Torre 21Laboratorio Provincial de Sanidad Vegetal. Calle 7 no. 14, Matanzas.2Centro Nacional de Sanidad Vegetal. Laboratorio Central de Cuarentena Vegetal. Ayuntamiento231, e/ San Pedro y Lombillo, Plaza de la Revolución, Ciudad de La Habanac.e.: entomologia@sanidadvegetal.cuRESUMENEn este catálogo se dan a conocer los ácaros detectados en la provinciade Matanzas desde 1979 hasta el 2003. Fueron determinadassiete familias, 15 géneros y 19 especies. Se informan los hospedantes,la distribución conocida en la provincia y el año de colecta. Dentro delos ácaros interceptados en la provincia siete especies atacan productosalmacenados.Palabras clave: ácaros, catálogoABSTRACTThe mite detected in Matanzas province from 1979 to 2003 is offeredin this catalog. Seven families, 15 genera and 19 species weredetermined. The hosts, distribution and year of collected is report.Within the intercepted mite, seven species attack stored products.Key words: mites, catalogue.INTRODUCCIÓNLa importancia de los ácaros como plagas agrícolas enCuba ha tomado mayor interés en los años recientes comoconsecuencia del incremento de las áreas de cultivointensivo, condiciones climáticas favorables para su desarrollo,y en gran parte por el uso inadecuado de losproductos químicos destinados a combatir las plagas agrícolas.El desarrollo de esta especialidad ha hecho posible la detecciónde numerosas especies de ácaros de interés agrícolay de otras especialidades. Bruner et al. (1975) informaronespecies de ácaros de interés agrícola en su Catálogo deinsectos. Pérez y Almaguel (1975) agruparon por primeravez los fitoácaros de importancia económica, la cual seamplió en 1978 con la colaboración de otros autores[Gómez et al., 1978]. Por su parte, Cuervo et al. (1994)publicaron una lista alfabética de las especies de ácarosde Cuba, y Socarrás y Palacios (1999) informaron la listade ácaros oribátidos para Cuba. Actualmente se continúael trabajo en este sentido por los especialistas cubanospara incrementar aún más el estudio de la faunaacarológica. Este catálogo tiene como objetivo dar a conocerla acarofauna presente en la provincia de Matanzas,así como su distribución, año en que se detectó, plantashospedantes y familia.MATERIALES Y MÉTODOSPara la realización de este trabajo se recopilaron los datosde las intercepciones acarológicas existentes en el LaboratorioProvincial, con énfasis en especies de interésagrícola y de almacén. Se confeccionó un listado por ordenalfabético de las especies que muestran loshospedantes, localidad y fecha de detección desde 1979hasta el 2003.RESULTADOS Y DISCUSIÓNListado por familia y hospederosAcaridae Erwing and Nesbitt1 Acarus siro L.Solanum tuberosum L. Colón 1984Colocassia sculenta Schott Colón, 19842 Acarus sp. Solanum tuberosum L. Matanzas, 1982fitosanidad/19

Acaridae Erwing and Nesbitt (cont.)3 Caloglyphus sp.4 Rhizoglyphus robiniClaparede5 Rhizoglyphus setosusManson6 Rhizoglyphus sp.7 Rhizoglyphus tacitriManson8 Tyrophagus putrescentiae(Schr.)9 Tyrophagus sp.Eriophyidae Nalepa10 Aceria guerreronis(Keifer)Ramos y De la TorreFicus carica L. PF Varadero, 2003Phoenix dactylifera L. PF Varadero, 2003Allium sativum L.Calimete, 1983P. Betancourt, 1983Jovellanos, 1983, 1984, 1985Matanzas 1984, 1990Prunus sp. PF Cárdenas, 2002Fragaria vasca L. PF Varadero, 1998Lycopersicum esculentum Mill PF Varadero, 1998Harina PE Matanzas 1994Larvas de insectos Unión de Reyes, 1987Gladiolus comunis L.PF Varadero, 1983Matanzas, 1984Allium cepa L. Colón, 1979Allium sativum L. Matanzas, 1984Solanum tuberosum L. Jovellanos, 1982,1996Colón, 1982Gladiolus comunis L.Matanzas 1980, 1982, 1984PF Varadero, 1980Polianthes tuberosa L. Matanzas, 1981Allium sativum L.Limonar, 1980PF Cárdenas, 1982.Allium cepa L.Colón, 1984 , PEMatanzas, 1983, 1994Allium sativum L.Colón, 1988, 2003Matanzas, 1990, 1991Manihot esculenta Crantz M. Gómez, 1982Colocasia sp.M. Gómez, 1987, 1993Colón 1992, 1998Solanum tuberosum L. PF Varadero, 1992, 1998Larvas de insectos Unión de Reyes, 1987Gladiolus comunis L.PF Varadero, 1983, 1986, 1996Matanzas, 1983, 2001, 2002Colocasia sp.M. Gómez, 1983Calimete, 1983Manihot esculenta Crantz M. Gómez, 1982Matanzas, 1984Dioscorea sp. M. Gómez, 1987Huevo de gallina Perico, 1981Avena sativa L. Matanzas, 1982Huevos de Corcyra Colón, 1982Gladiolus comunis L. PF Varadero, 1984Allium sativum L. Jovellanos, 1983Triticum vulgare Willd M. Gómez, 1980Perico, 1980Lycopersicum esculentum Mill Matanzas, 1983Harina de soya M. Gómez, 1983Phoenix dactylifera L. PF Varadero, 2003Ficus carica L. PF Varadero, 2003Prunus sp. PF Cárdenas, 2002Cocos nucifera L.PE Varadero, 1985, 1995, 2000,2001Matanzas, 198520/fitosanidad

Catálogo de ácaros...11 Aceria sheldoni (Ewing) Citrus sp. Jagüey 1992, 199812 Aceria tulipae (Keifer) Allium sativum L.Bolondrón, 1980Colón, 1981Limonar, 1981Matanzas, 1981,1982, 1983Jovellanos, 1982Agramante, 1982PF Cárdenas, 1982Perico, 1982M. Gómez, 1882Calimete, 1983PF Varadero, 1992, 1998, 200013 Phyllocoptruta oleivora(Ashmead)Citrus limunum Risso Jagüey, 1991Pyemotidae Oudemans14 Pyemotes sp. Persea americana Mill. Matanzas, 1986Suidasiidae Hugues15 Suidasia medanensisOudemansTarsonemidae Can. Y Fan.16 Polyphagotarsonemuslatus (Banks)17 Steneotarsonemus spinkiSmileyAzúcar PF Matanzas, 1993Solanum tuberosum L. M. Gómez, 1982, 1989Jovellanos, 1983, 1988, 1990Colón, 1984Musa sp.Colón, 1994Jovellanos, 2000Capsicum annum L.Matanzas, 1988, 1990, 1991M. Gómez, 1989Matanzas, 1990Carica papaya L. M. Gómez, 1987Lycopersicum esculentum Mill PF Matanzas, 1987Phaseolus vulgaris L. Matanzas, 1997Psidium guajava L. PF Cárdenas, 1999Capsicum frutescens L. Matanzas, 2002Orysa sativa L. Colón, 2001Tenuipalpidae Berlese18 Brevipalpus phoensis Annona squamosa L. PF Varadero, 1983(Geijskes)19 Brevipalpus sp. Hibiscus elatus Sw. C. Zapata, 1983Tetranychidae Donnadieu20 Monoceronychus sp. Saccharum sp. Limonar, 198721 Mononycheluscaribbeanae (Mcgregor)Manihot esculenta Crantz Agramante, 198722 Schizotetranychus sp. Manihot esculenta Crantz Matanzas, 1986PF Matanzas, 1986, 198723 Tetranychus sp. Manihot esculenta Crantz Colón, 1992, 1998Hibiscus rosa sinensis L. PF Varadero, 2002Mangifera indica L. Colón, 1987fitosanidad/21

Ramos y De la TorreTetranychidae Donnadieu (cont.)24 Tetranychus tumidus Colocasia sp. Matanzas, 1979BanksAmaranthus sp.PF Cárdenasl, 1981PF Varadero, 1985PartheniumSan Miguel, 1986hysterophorus L.Codiaeum variegatumBlumePF Varadero, 1984Musa sp.Jovellanos, 1988M. Gómez, 1989PE Matanzas, 1991Colón, 1994Apium graveolens L. PF Varadero, 1983Centrosema sp. Perico, 1983Persea americana Mill Jovellanos, 198725 Tetranychus urticae Capsicum annum L. PF Varadero, 1992, 1998Koch Phaseolus vulgaris L. Matanzas, 1996Entre las plagas más peligrosas detectadas en la provinciase encuentran: Rhizoglyphus robini Claparede,Rhizoglyphus setosus Manson, Aceria tulipae (Keifer),Polyphagotarsonemus latus (Banks) y Tetranychus tumidusBanks. Todas ellas han sido recurrentes a lo largo del tiempoen provocar afectaciones a los cultivos.CONCLUSIONES• Se informan para la provincia de Matanzas siete familiasde ácaros distribuidos en 15 géneros y 19 especies.• Se considera que las especies plagas fundamentales enla provincia son: Rhizoglyphus robini Claparede,Rhizoglyphus setosus Manson, Aceria tulipae (Keifer),Polyphagotarsonemus latus (Banks) y Tetranychus tumidusBanks.REFERENCIASBruner, S. C.; L. C. Scaramuzza; A. R. Otero: Catálogo de los insectosque atacan las plantas económicas de Cuba, Academia de Cienciasde Cuba, 1975.Cuervo, N.; J. L. González; M. Reyes; H. Martínez: «Lista alfabética delas especies de ácaros de Cuba. (Arácnida: Acari.)», Instituto deEcología y Sistemática y Laboratorio Central de Cuarentena, La Habana,1994.Gómez, M. E.; L. Almaguel; R. Pérez; Z. Martínez; S. Sierra; C. Cartaza;J. Iglesias; A. Suárez; G. Casas; L. R. Machado: Los ácaros deCuba, INISAV, publicación interna, 1978.Pérez, R.; L. Almaguel: «Los ácaros fitófagos de Cuba y sus principalesplantas hospedantes», Centro de Información y DocumentaciónAgropecuario, MINAGRI, La Habana, 1978.Socarrás, A. A.; J. G. Palacios: «Catálogo de los Oribatei (Acarina) deCuba», Poeyana no. 470, 1999, pp.1-8.22/fitosanidad

FITOSANIDAD vol. 8, no. 4, diciembre 2004EcologíaPATOGENICIDAD DE ESPECIES DE CURVULARIA EN ARROZGiselle Estrada e Ileana SandovalInstituto de Investigaciones de Sanidad Vegetal. Calle 110 no. 514 e/ 5a. B y 5a. F, Playa, Ciudad deLa Habana, CP 11600RESUMENNumerosas especies del género Curvularia han sido informadas enel arroz al provocar daños, particularmente manchado y decoloraciónde los granos; sin embargo, en Cuba no se han hecho estudiosque demuestren la patogenicidad de todas las especies que se hanregistrado. Se prepararon suspensiones de conidios de 13 especies deCurvularia aisladas de semillas de arroz: C. aeria, C. akaiiensis, C. andropogonis,C. brachyspora, C. cymbopogonis, C. geniculata, C. intermedia,C. lunata, C. pallescens, C. senegalensis, C. trifolii, C. verrucosa yC. verruculosa, y con ellos se asperjaron plántulas de tres variedadescon 15 días de germinadas, que se evaluaron con una escalacualitativa de daños. Se corroboró la patogenicidad de C. lunata yC. geniculata, y se demuestraron por primera vez los daños ocasionadospor las restantes especies en las plántulas de arroz, lo cualconstituye un aporte para el registro de enfermedades en el cultivo.Palabras clave: arroz, patogenicidad, CurvulariaABSTRACTSeveral species of the genus Curvularia had been registered on ricecausing damages, particularly grain spots and discoloration; howeverthere have not been made studies to demonstrate the pathogenicity ofthe registered species in Cuba. Conidial suspensions of 13 speciesof Curvularia from rice seeds: C. aeria, C. akaiiensis, C. andropogonis,C. brachyspora, C. cymbopogonis, C. geniculata, C. intermedia, C. lunata,C. pallescens, C. senegalensis, C. trifolii, C. verrucosa and C. verruculosawere sprayed on 15 days old plants of three rice varieties which wereevaluated with a qualitative scale of damages later. It was corroboratedthe pathogenicity of C. lunata and C. geniculata and the symptomscaused by the remaining species is reported and discussed.Key words: rice, pathogenicity, CurvulariaINTRODUCCIÓNEl género Curvularia agrupa un gran número de especiescapaces de ser patógenos facultativos de las plantas y delsuelo [Anónimo, 2003b]. Pueden causar diferentes tipos dedaños en hojas, tallos, flores y semillas, que abarcan desdepequeñas manchas hasta lesiones de mayor tamaño [Cansadaet al., 1991; Jin, 1991; Anónimo, 1999]. Estas afectacionesabarcan un gran número de cultivos, muchos de ellosde gran importancia económica. Bonilla et al. (1998a) yNeninger et al. (2001) han reportado en Cuba especies deCurvularia en las semillas de arroz, y en el caso particulardel tizón de las posturas, solamente ha sido informada lapresencia de Curvularia sp. por Martínez et al. (1972), demanera que no existe en el país un estudio riguroso sobre lapatogenicidad de las especies de este género que se encuentranasociadas al manchado de las semillas del arroz, por loque se plantea como objetivo de este trabajo comprobar lapatogenicidad de estos hongos en fase de plántulas.MATERIALES Y MÉTODOSA partir de aislamientos realizados en semillas de arrozse identificaron 13 especies de Curvularia, que se encuentranen la colección de cepas del Instituto de Sanidad Vegetal(INISAV). Estas fueron C. aeria, C. akaiiensis, C. andropogonis,C. brachyspora, C. cymbopogonis, C. geniculata, C. intermedia,C. lunata, C. pallescens, C. senegalensis, C. trifolii, C. verrucosay C. verruculosa. Su patogenicidad se determinó sobreplántulas de tres variedades de arroz,de las cuales se seleccionaronsemillas sanas que se lavaron por 10 min conagua corriente y se desinfectaron con hipoclorito de sodioal 1% durante 3 min. Posteriormente se lavaron de nuevocon agua destilada estéril y se sembraron en macetas plásticasde 17 cm de diámetro con suelo pardo esterilizado.La superficie de siembra de cada maceta se dividió conmarcadores plásticos en tres bandas y se depositaron enellas 100 semillas de las variedades comerciales de arrozPerla de Cuba, IACuba 30 y Reforma, las dos primerassusceptibles a las afectaciones del manchado del grano, yla tercera introducida recientemente en el país. Estas sonespecies de importancia de acuerdo con los estudios deregionalización de variedades de arroz del Instituto deInvestigaciones del Arroz (IIA).Para la prueba de patogenicidad se prepararon suspensionesde conidios de las 13 especies, de manera que la con-fitosanidad/23

Estrada y Sandovalcentración final de cada suspensión se ajustó en el rangode 15 a 20 x 10 4 con/mL, de acuerdo con pruebas preliminaresrealizadas con la especie C. lunata en la variedadPerla de Cuba, de conocida patogenicidad en el cultivodel arroz. Cada suspensión se depositó en frascosasperjadores plásticos previamente lavados con detergentey desinfectados con alcohol al 70%. La inoculación serealizó de manera independiente, maceta a maceta, e inmediatamentefueron cubiertas con bolsas de nailon transparentepara que incubara el material inoculado durante72 h, en condiciones experimentales de aislador, a temperaturaambiente (25 ± 2°C). Se sembraron variantestestigo de las variedades mencionadas, solamente condesinfección de semillas y asperjadas con agua destiladaestéril. Después de la incubación a temperatura ambientese retiró la cubierta de las macetas y se evaluaron lashojas de 10 plantas por cada una de tres réplicas, conuna escala cualitativa de daños propuesta para esteestudio, con las siguientes características:(-) No se observan daños(+) Hasta 15% de daños(++) Desde 16 hasta 25% de daños(+++) Desde 26 hasta 50% de daños(++++) Más de 50% de dañosCon vistas a comprobar la patogenicidad de cada especieinoculada, se colocaron las hojas con síntomas en cámarashúmedas para provocar la esporulación sobre las manchas,las que se observaron al microscopio estereoscópicocon aumento de 14x y se confirmó la presencia de lasespecies al microscopio óptico.RESULTADOS Y DISCUSIÓNAl analizar las plántulas de arroz inoculadas con las 13especies de Curvularia se observaron pequeñas manchaspuntiformes y ojivales, pardo-rojizas, algunas con haloamarillento alrededor, que podían llegar a unirse y secaruna gran parte de la hoja, con síntomas similares a unatizonado. Esto se observó de forma semejante para cadaespecie inoculada y en todas las variedades (Fig. 1).Numerosas especies de este género, como es el caso deC. lunata, pueden producir síntomas en hojas y tallosque varían en dependencia del hospedante y el ambiente.Las manchas en arroz son circulares a elongadas, concentro grisáceo, rodeadas de una banda parda rojiza conhalo amarillo, según lo registrado por Ellis y Gibson(1975). Los síntomas encontrados en este trabajo fueronsimilares a los descritos por estos autores. Al analizar losregistros de las pruebas de patogenicidad se observó quetodas las variedades de arroz manifestaron susceptibilidadante las especies de Curvularia, cuyo patrón de síntomasse ajustaba a lo anteriormente explicado e ilustrado.La tendencia a registrar menores daños en las tresvariedades se observó con las especies C. akaiiensis, C. verrucosay C. verruculosa, mientras que los daños correspondientesa valores desde 25 a 50% o más lo alcanzaron lasvariedades ante el resto de las especies de Curvularia, loque demuestra la patogenicidad de Curvularia spp. de inducirsíntomas necróticos, e incluso de tizón en las variedadescomerciales analizadas (Tabla 1).Figura 1. Patogenicidad de diferentes especies de Curvularia y esporulación deconidios en las hojas necrosadas y atizonadas de las variedades de arroz afectadas.24/fitosanidad

Patogenicidad de especies...Tabla 1. Patogenicidad de Curvularia spp. en variedadescomerciales de arrozCurvularia spp. Perla de Cuba IACuba 30 ReformaC. aeria + + + + + + + +C. akaiiensis + + + + +C. andropogonis + + + + + + +C. brachyspora + + + + + + + + +C. cymbopogonis + + + + + + + +C. geniculata + + + + + + + + +C. intermedia + + + + + + + + +C. lunata + + + + + + + + +C. pallescens + + + + + + + + +C. senegalensis + + + + + + + + +C. trifolii + + + + + + + + +C. verrucosa + + + + +C. verruculosa + + + +Testigo – – –Para las condiciones de Cuba, Martínez et al. (1972) inocularonplántulas de arroz con una especie de Curvulariano identificada, aislada de granos manchados, lo que provocóennegrecimiento de la base del tallo y la muerte posteriorde las plantas. En Colombia, Castaño-Zapata(1998) registró la presencia de Curvularia sp. en el manchadode los granos, e hizo referencia a la presencia deuna especie no identificada de este género en diferentesvariedades con granos manchados en Indonesia. IgualmenteGuzmán et al. (2001) se han referido a la presenciade Curvularia sp. dentro del grupo de hongos que afectana las semillas de estas plantas para las condiciones dela zona de Saldaña en Colombia. Estos resultados no refierenlas especies de este género involucradas en el manchadoo en la patogenicidad de las plantas.Se conoce por Sivanesan (1987) que C. lunata y C. geniculatacausan manchas foliares y tizón del semillero denumerosas gramíneas, entre ellas el arroz. Este autor planteaque C. verruculosa, C. brachyspora, C. aeria, C. senegalensisy C. trifolii están presentes en el arroz, pero noaclara si son patogénicas para las plántulas. Otras especiescomo C. cymbopogonis causa tizón de semillero y manchafoliar en Cymbopogon nardus y C. citratus, así comoCurvularia andropogonis, que causa mancha foliar enC. citratus, pero no especifica patogenicidad alguna enarroz. C. akaiiensis fue encontrada sobre un sustrato indeterminadoy no se hace referencia a su patogenicidaden ningún cultivo. Por otra parte, muchas de estas especiesson patogénicas en algunas malezas presentes en los camposde arroz, como son los casos de C. geniculata, C. intermedia,C. aeria, C. lunata y C. pallescens sobre plantas de losgéneros Ischaemun, Panicum, Cynodon, Digitaria, Echinochloay Rottboelia, entre otras, en las que se destacan las dosúltimas especies de Curvularia en el mayor número degéneros de malezas registrados.Para las condiciones de Cuba se ha podido demostrar queC. cymbopogonis, C. lunata, C. aeria, C. senegalensis, C. trifoliiy C. verruculosa son patogénicas para Rottboeliacochinchinensis y Sorghum halepense [Bonilla et al., 1998b,1999], lo que hace pensar que la presencia de estospatógenos en malezas comunes de los campos de arrozson fuentes de inóculos, al igual que las semillas de arrozmanchadas. La determinación de C. aeria, C. akaiiensis,C. andropogonis, C. brachyspora, C. cymbopogonis, C. intermedia,C. pallescens, C. senegalensis, C. trifolii, C. verrucosay C. verruculosa como especies patogénicas constituyenun nuevo aporte en cuanto a las enfermedades para lasplántulas del arroz, al causar manchado y tizón en losprimeros días de germinación, período importante paraque se produzcan despoblaciones en los campos.CONCLUSIONES• Se corrobora la patogenicidad de C. lunata y C. geniculataen las plántulas de arroz.• Las especies C. aeria, C. akaiiensis, C. andropogonis, C. brachyspora,C. cymbopogonis, C. intermedia, C. pallescens,C. senegalensis, C. trifolii, C. verrucosa y C. verruculosacausaron manchado de las hojas y tizón a plántulasde arroz, lo que se demuestra por primera vez y constituyeun aporte para el registro de enfermedades en elcultivo.REFERENCIASAnónimo: Diseases of Forage Crops. Forage Crops Home Page. http:// ss.ngri.affrc.go.jp/ disease/ de 4.htm. 1999 (consultado: 21/10/2002).Anónimo: Toxic Mold Test, Mold Inspection. Detection and Blank MoldTesting and Remediation Center. Curvularia species. www. cvm.Tamu. Edu/ vtpb/vet.micro/charts fungi/Curvularia. htm. 2003b (consultado:28/3/2003).fitosanidad/25

Estrada y SandovalBonilla, Tania; María Ofelia López; Ileana Sandoval; Yoelkis Tomás:«Micobiota del arroz (Oryza sativa L.) en diferentes localidadesde la provincia de La Habana», Resúmenes, I Encuentro Internacionalde Arroz, 9-11 de junio, Palacio de Convenciones, Cuba,1998a.Bonilla, Tania; E. Pérez; María Ofelia López; J. Mena; Kendra Rodríguez:«Colección y selección de microorganismos promisorios para elbiocontrol de la maleza Rottboelia cochinchinensis (Lour) Clayton»,Fitosanidad 2 (1y 2):37-40, 1998b.Bonilla, Tania; María Ofelia López; J. Mena; Kendra Rodríguez: «Micobiotade Sorghum halepense y evaluación de la capacidad de algunasespecies para el control biológico», Revista de Protección Vegetal14 (1):65-68, 1999.Castaño-Zapata, J.: «Etiología del manchado del grano del arroz desecano en Colombia e Indonesia», Arroz, marzo-abril, 77 (413):24-32, 1998.Ellis, M. B.; A. S. Gibson: «Cohliobolus lunatus. CMI. Descriptions ofPathogenic Fungi and Bacteria», no. 474, 1975.Guzmán, Patricia; Y. Jiménez, C. Rengifo: «Transmisibilidad de hongosde la semilla a la planta de arroz», Arroz 50 (433):25-29, 2001.Jin, M. Z.: «Preliminary Study of Discolored Rice Grain Caused byCurvularia», Seed Pathology and Microbiology, CAB Abstracts,2(295):33, 1991.Khanzada, A. E.; Nasreen Sultana; S. A. J. Khan; M. Islam: «SeedMycoflora of Vegetables and its Control», Seed Pathology andMicrobiology, CAB Abstracts, 2(223):25, 1991.Martínez, R.; M. González; N. Blanco; C. Hermida: «Enfermedades delarroz en la provincia de Pinar del Río», Revista de la Agricultura,año V, jul.-dic, no. 2: 1-19, 1972.Neninger, Hilda; L. M. Barrios; Elsa Idelis Hidalgo: «Contribución al estudiode la micobiota presente en semillas de arroz (Oryza sativa L.)en Cuba», Resúmenes, IV Seminario Científico Internacional de SanidadVegetal, Palacio de Convenciones, Cuba, 2001, pp. 101 y 102.Sivanesan, A.: «Graminicolous Species of Bipolaris, Curvularia,Drechslera, Exserohilum and Their Teleomorphs», MycologicalPapers, no. 158, 1987, pp. 3-261.26/fitosanidad

FITOSANIDAD vol. 8, no. 4, diciembre 2004MARCHITAMIENTO POR FUSARIUM (MAL DE PANAMÁ)EN BANANOS: UNA REVISIÓN ACTUALIZADADEL CONOCIMIENTO PRESENTE SOBRE SU AGENTE CAUSALLuis Pérez-VicenteInstituto de Investigaciones de Sanidad Vegetal. Calle 110 no. 514 e/ 5a. B y 5a. F, Playa, Ciudad deLa Habana, CP 11600, c.e.: lperezvicente@sanidadvegetal.cu ; lperezvicente@hotmail.comRESUMENEl marchitamiento de plátano o enfermedad de Panamá causada porFusarium oxysporum f. sp. cubense (Foc) es una de las enfermedadesde mayor importancia económica y dañina del género Musa. Ellafue la causa de destrucción de más de 50 000 ha de Gros Michel y susustitución por el cultivar Cavendish, junto con importantes transformacionesde la industria de exportación de plátano durante la primeramitad del siglo pasado. Unos años después de la excelente revisiónde R. H. Stover publicada en 1962, la enfermedad llegaba paraestablecerse. Desde entonces se ha ganado un importante conocimientocon respecto a la diversidad de Foc y su probable origen.Esto salió a través de la aplicación de la técnica de los grupos decompatibilidad vegetativa (VCG) a Foc, y más tarde por diferentestécnicas moleculares. La creencia de que los cultivares Cavendishpodían ser atacados solo en los subtrópicos, les permitió a las grandesempresas de exportación de plátano hacer inversiones importantessobre plantaciones Cavendish en Filipinas, península deMalasia e Indonesia a inicio de la década del noventa. Hubo muchosmillones de pérdidas debido a la nueva y agresiva cepa CavendishVCG 01213 («raza tropical 4»). En el presente artículo se realiza unarevisión del conocimiento actual sobre la estructura de poblacionesFoc, la reacción de variedades contra diferentes VCG y los posiblesmecanismos de defensa involucrados, así como las posibilidadesde manejo a través de los procedimientos de control químico y biológico,con énfasis en la necesidad de prevenir la entrada de cepasagresivas a las Américas y el papel de los servicios de cuarentenade las organizaciones nacionales de protección de planta.Palabras clave: Fusarium oxysporum, banano, mal de PanamáINTRODUCTIONThe history on the Fusarium wilt (Panama) disease ofbanana and plantains caused by Fusarium oxysporum f.sp. cubense (Foc) has been comprehensively reviewed byStover (1962b), Ploetz (1990c) and more recently byPloetz and Pegg (2000).The first description of Fusarium wilt of banana andplantains was by Bancroft (1876) in Australia, who wasunaware that at that time was dealing with a diseasetoday widely recognized as one of the most destructive inthe history of the world agriculture. The disease was againreported in 1890 in Central America (Ashby, 1913). Ithas been estimated that between 1890 and the mid 50’smore than 40,000 ha of the cultivar Gros Michel (AAA)were destroyed [Stover, 1962b]. The Cavendish cultivarsABSTRACTFusarium wilt of banana or Panama disease caused by Fusariumoxysporum f. cubense (Foc) is one of the most economic importantand harmful diseases of Musa. It was the cause of destruction of morethan 50 000 ha of Gros Michel and the substitution for Cavendishcultivars together with important transformations of the banana exportindustry during the first half of the last century. A few years after theexcellent published review of R. H. Stover in 1962 the disease wascoming to halt; an important knowledge has been gained on the diversityof Foc and its probable origin from then. This came out through theapplication of the Vegetative Compatibility Groups (VCG) techniqueto Foc and later by different molecular techniques. The believe thatCavendish cultivars can be attacked only in the subtropics, led to thelarge banana export companies to make important investments onCavendish plantations in the Philippines, Peninsular Malaysia andIndonesia at the beginnings of the 90’s. Many millions were lost due tothe new Cavendish aggressive strain VCG 01213 («tropical race 4»).A review of the present knowledge on the structure of Foc populationsis carried out in the present paper, the reaction of varieties againstdifferent VCGs and the possible defense mechanisms involved aswell as the possibilities of the management through chemical andbiological control procedures emphasizing the need to prevent theentry of the aggressive strains to the America’s and the role of thequarantine services of the National Plant Protection Organizations.Key words: Fusarium oxysporum, banana, Panama diseasewere only reported affected in the subtropics. The currentlyarising of Foc tropical race 4 (GCV 01213-01216) hascaused important losses in plantations of Malaysia andIndonesia: more than 8 million plants on traditionalplantations and more than 5,000 ha of commercialCavendish plantations has been affected with annuallosses over 75 millions USD, with effects on family incomeof thousands of workers and farmers [Masdek et al., 2003;Nasdir, 2003]. Its potential introduction to the Cavendishplantations of America would have a great economic andsocial impact.A considerable increment of the number of reports of thedisease occurred at the beginnings of the last century,mostly related to export commercial plantations. The glo-fitosanidad/27

Luis Pérez-Vicentebal distribution of the disease (Fig. 1) has an importantanthropogenic component; as the infected rhizomes arefrequently free of symptoms, it is not unusual that Focwere introduced into new areas with conventionalplantation material [Ploetz and Pegg, 2000]. Althoughthe disease is well known because its economic impacton the industry, it should be taken into considerationthat only 21% of the world banana production isexported (68 million ton was produced in 2002;FAOSTAT data, 2004) and hence, the 80% of theproduction is locally consumed. The impact of thedisease in subsistence agriculture are not so welldocumented and probably could not be as high as thatreported by the industry of banana export in the lastcentury. It is however important for small growers inBrazil [with a wide consumption of Prata types (AAB)highly susceptible to the disease], South and CentralAmerica, South East Asia and Africa.Figure 1. World distribution of Fusarium oxysporum f. sp. cubense: race 1 and 2 (countries shadowedwith squares); subtropical race 4 (areas in grey South Africa, Canary Island, Taiwan and Australia);tropical race 4 [in dark oblique lines, Malaysia, Indonesia, Papua New Guinea and Australia(north Queensland)].Disease distribution is highly related to the introductionof new cultivars to the growing areas [Stover, 1962b].The cultivar Manzano (Silk, AAB) was introduced to theWest Indies before 1750 as a shadow plant in cacao andcoffee plantations and its presence indicates the establishmentof Fusarium wilt. Fusarium wilt epidemics were relatedto the increment of Gros Michel demand by importcountries and to the own disease effect. The lost ofplantations productivity determine the use of new areasfree of the disease. The cycle of planting and abandonmentimpulses the disease distribution. Based on the writtenrecords, the history of Fusarium wilt in the WesternHemisphere is unclear.The first official report of the disease in Cuba was by Smith(1910). Johnston (1915), reported that the cultivars GrosMichel, Manzano and Burro Criollo (Bluggoe, ABB), werealready severely infected in 1910, although there areantecedents of the presence of Fusarium wilt in Manzanosince the last years of XIX Century. The distribution ofthe disease was highly related to the introduction ofdiseased material in free areas. The management practicerelies exclusively in the destruction of affected areas andthe replacement of the cultivar Gros Michel by Robusta(Cavendish subgroup, AAA). With the wide adoption ofthe Cavendish cultivars, the disease lost its economicalimportance lasting confined to the cultivars Manzano andBurro Criollo in small grower’s plots and houses backyards.Due to the impact of Black Sigatoka in the costs ofproduction, 12000 ha of FHIA hybrids with partialresistance to the disease has been introduced insubstitution of the susceptible Cavendish banana and63,000 ha of Burro CEMSA [Cardaba type BBB, accordingto Valmayor et al., 2000 and Stover and Simmonds,1987] and Pisang awak (ABB, susceptible to the disease)in substitution of the plantains [Pérez et al., 2002]. Inlocalities with conducible soils re-emergent outbreaks ofFusarium wilt has been reported in the cultivars BurroCEMSA, FHIA 03, FHIA 18 and Pisang awak [Pérez etal., 2004a].Fusarium wilt occurs in Africa in four areas: the CanaryIsland, West Africa, South Africa and East Africa. InCanary Island and South Africa Foc race 4 affect28/fitosanidad

Marchitamiento por Fusarium...Cavendish and all isolates belong to VCG 0120 suggestinga common origin [Stover, 1990]. In West Africa, fromZaire to Ghana, there were epidemics of Fusarium wilt onGros Michel during the fifties of the last century; nowoccurs sporadically on the remaining plantations of GrosMichel. In East Africa, Fusarium wilt spread has beenrelated to the distribution of cultivars Pisang awak andBluggoe (AAB, highly susceptible) introduced after theSecond World War [Stover, 1962b]. More recently therehave been reports of the disease affecting highland bananaAAA [Tushemereirwe, 1992; Ploetz et al., 1994].The currently arising of Foc tropical race 4 (GCV 01213)and the damages caused by the disease in highland AAAcultivars in East Africa, renewed the interest in Fusariumwilt and drowns the attention to the great variation thatexist within and between populations of Foc.Fusarium wilt symptomsFoc causes a typical wilt syndrome on the infected plantsaccompanied by the necrosis and rotting of roots,rhizome and pseudostem vessels (Fig. 2). First externalsymptoms in susceptible plants are the appearance ofpale green streaks on the base of the petiole and thebrown-reddish discoloration of the vessels under theepidermis of the petiole two weeks in advance of themost typical symptoms. These symptoms appearbetween 2 and 5 months after infection of roots [Stover,1962b]. Two syndromes can develop afterward [Stover,1959b]: the yellow leaf syndrome (Fig. 2A); yellowingof the oldest leaves that progress from the bottom tothe upper leaves until remain green the unfurled leafof the plants, process that can take a couple of weeks)and the non-yellow leaf syndrome (Fig. 2B); when theleaves remains green except by the presence of thestreaking of petiole and the falling of them becausepetiole collapse and folding) difficult to distinguishfrom the fallen of leaves by the effect of the wind orother causes. The unfurled leaf can frequently showsome necrosis that is a symptom of Fusarium wilt if thereis no presence of head rot by F. moniliforme. Eventually,all the leaves of the plants fold and die. Pseudostemscan remain stand up by 1 or 2 months (Fig. 2D). Inactive growing plants it is possible to observe thesplitting of the pseudostem just over the soil level (Fig.2C). First symptoms of the disease occurred in hairroots that are the initial place of infection, and after itprogresses to the rhizome being more accentuated inthe limits of the cortex and central cylinder in the morevascularized area (Fig. 2H). The pathogen passesthrough the affected vessels to the new growing shoot(Fig. 2I). The most characteristic symptoms of thedisease are the brown-reddish discoloration of theinternal vessels of the pseudostem (Figs. 2F and 2G).The oldest leaf sheaths can show brownish streaks (Fig.2E). New emerging leaves can be shorter than normaland there are not internal fruit symptoms.Fusarium wilt can be readily distinguished from Bacterialwilt by Ralstonia solanacearum and other bacterial wiltson banana by the absence in the former of: a) symptomsin young shoots of less than 4-5 months of age, b) ofinternal symptoms in the fruits and c) of bacterial exudateswhen the pseudostems of the affected plant are cut across.Variability of Foc populationsIt had been assumed that Foc originated in Asian regionand subsequently dispersed to African and America asthe host moving to new regions [Stover, 1962b; Ploetz,1990b]. Edible bananas originated in Asia and are nowgrowing in virtually all areas located between 30°N and30°S latitudes. Fusarium wilt has been reported from allbanana growing regions of the world except South PacificIslands, Somalia and Mediterranean countries.Important amount of research has contributed to a betterunderstanding of the variability, phylogenetic relationsand evolution of the pathogen using phenetic and geneticcharacters in the last fifteen years. Numerous methodshas been used to characterize Foc including pathogenicity[Stover and Waite, 1960; Stover, 1962b; Su et al., 1977,1986; Stover and Buddenhaguen, 1986]; vegetativecompatibility [VCG; Ploetz and Correll, 1988; Ploetz,1990a and b; Brake et al., 1990; Leslie, 1990 and 1993;Moore et al., 1993; Pegg et al., 1993; Hernández et al.,1993; Batlle and Pérez, 1999; Ploetz and Pegg, 2000],volatile aldehydes production over the space of ricecultures [Brandes 1919; Stover 1962a; Moore et al., 1991,Batlle and Pérez, 2003], electrophoretic karyotyping[Miao, 1990; Boehm et al., 1994], DNA restrictionfragment polymorphism [RAPD-PCR, RFLP, AFLPanalysis, Bentley and Bassam, 1996; Koenig et al., 1997;Bentley et al., 1998; Groenewald et al., 2004], nucleotidesequence data of nuclear and mitochondrial genes[O’Donnell et al., 1998].Pathogenic races of Foc are not genetically defined andthey are only groups of isolates that attack differentialcultivars. Four races have been previously defined. Stover(1959), Waite (1953), Stover and Waite (1960) andStover (1962a and b), reported two races on the base ofpathogenicity in Manzano and Gros Michel (race 1) andto Bluggoe (race 2). Race 3 was isolated from Heliconia[Waite, 1963] which is currently questioned if it couldbe considered in the formae specialis cubense due to thelast findings on Heliconia and Musa genetic dissimilarities.Race 1 almost destroyed banana export industry basedon Gros Michel (AAA) and was the cause of the almostdisappearance of the cultivar Manzano (subgroup Silk,AAB) in Cuba. Finally, race 4 attacks Cavendish cultivarsand most of the cultivars that are also susceptible to races1 and 2 [Su et al., 1977 and 1986; Stover and Simmonds,1987; Stover, 1990]. Before the more recently outbreaksin Southeast Asia, Cavendish cultivars had only beenattacked in subtropical production areas of Canaryfitosanidad/29

Luis Pérez-VicenteIslands, South Africa, Taiwan and Australia, where thecold winter predispose Cavendish to damage that wouldnot normally occurs [Waite, 1953; Stover and Malo,1972]. More recently, a unique population of the pathogenVCG 01213-01216 is responsible for the affectedCavendish (Grand Nain, Williams and Valery)monocultures in tropical peninsular Malaysia andIndonesia (Sumatra, Java, Halmahera) where there arenot factors of predisposition [Pegg et al., 1994; Pegg et al.,1996; Bentley et al., 1998]. Pisang mas (AA, syn. Sucrier),Pisang berangan (syn. Lakatan) and other cultivars whichare resistant to Fusarium wilt in other locations are alsoaffected in these areas.There are evidences that there are more pathogenic races thanthose so far recognized and that if more differentials wereused in pathogenicity tests under controlled conditions newpathotypes would be recognized [Stover and Buddenhaguen,1986; Ploetz, 1994, Pérez et al., 2003 and 2004b]. Someisolates are pathogenic to Gros Michel as well as to Bluggoeen Florida [Ploetz and Bentley, 2001]. Pérez et al. (2004b),find out different responses of the reaction of the cultivarsPelipita and Pisang lilin to single conidia isolates of the Focrace 2 (pathogenic to Bluggoe) belonging to the VCG 0124and 0128 (Table 4). Pisang awak has been reported susceptibleto race 1 [Ploetz and Pegg, 1990] but has shownsusceptibility to race 2 isolates in Cuba [Pérez et al., 2004b].Figure 2. Fusarium wilt symptoms: A) yellow syndrome; B) non yellow syndrome; C) pseudostem splitting; D) standingdied plant; E) reddish brown streaks in pseudostem sheet; F and G) decoloured vessels in pseudostem; H) decolouredvessels in secondary root and rhizome; I) decoloured vascular elements that connect mother plant and follower.30/fitosanidad

Marchitamiento por Fusarium...Volatile aldehyde production has been used to differentiatebetween isolates of Foc [Brandes 1919, Stover 1962b; Mooreet al., 1991]. Brandes (1919) reports that Foc isolates canbe grouped by the production or not of volatile aldehydein the head space above the rice cultures [which Stover(1962a) classified as odoratum or inodoratum respectively].Moore et al. (1991), found a direct relation betweenpathogenicity, VCG and volatile production; culturesbelonging to VCG 0124, 0125 and 0128 of pathogenicraces 1 and 2 do not produce volatile whereas thosebelonging to race 4 VCGs 0120, 129 and 01211 gaveidentical chromatograms peaks and speculate that the genesconferring race 4 virulence are linked to those governingvolatile production. However, odoratum isolates of VCG0126 has not been recovered from Cavendish cultivars andCavendish cultivars has not succumbed to VCG 0126 inaffected fields [Jones, 1995]. Batlle and Pérez (2003) foundthat Cuban Foc isolates of race 1 and 2 can indistinctlyproduce or not volatiles (Table 1) conforming previousreports of Brandes (1919) and Stover (1962a).Table 1. Frequency of volatile productionin 62 Cuban isolates belonging to Foc races 1and 2 [Batlle and Pérez, 2003]RacePresenceof volatileFrequency (%)1 + 12.81 – 5.22 + 38.52 – 43.5Heterokaryon formation is a way by which normallyhaploid fungi can benefit from a functional diploidy asthe complementation and heterosis are, and it is the firststep of a parasexual cycle for transmission of characters[Leslie, 1993]. The fungi capable of developing suchheterokarions are named vegetative compatible. Vegetativecompatibility has resulted a useful technique to studythe relationship between asexually reproducing fungi suchFoc. The technique was developed by Cove (1976) andrefined by Puhalla (1985) and Correll et al. (1987). Sincevegetative compatibility requires that alleles at least 10vegetative incompatibility loci (vic loci) be identical[Puhalla and Spieth, 1985], members of a vegetativecompatibility group are usually clonally derived and closegenetically related (vegetative compatibility betweenstrains of different formae specialis has never beenobserved) and its unlikely that individuals that possessthe same complement of VIC alleles not to be related byclonal descent. This then also indicates that two vegetativecompatible individuals should also be identical for manyother genes, including those that are responsible forpathogenicity, ecological adaptation and other traits thataffect their roles as banana pathogens. Due to thisassociation between vegetative compatibility and othergenetically controlled traits, VCGs are strong indicatorsof pathogenic behaviour and are powerful tools in thestudy of the fungal population biology and genetics.There have been classified at least twenty VCGs or VCGcomplexes (Table 2) in Foc [Ploetz y Correll, 1988; Ploetz,1990a, b and c; Brake et al., 1990; Moore et al., 1993;Pegg et al., 1993]. Bentley et al. (1998) reported 14 newgenotypes that not grouped in any of the previously knownVCG.Vegetative compatibility is useful for grouping geneticallysimilar isolates but do not provide information on thegenetic relatedness between incompatible isolates ofdifferent VCG and formae specialis. A mutation in a simplevic locus could result in closely related isolates beingvegetative incompatible and thus, clonally related isolatesmay occur in different VCG. Bentley et al. (1998), find afew or no variation among the isolates in each VCG inindependence of the host or geographic origin in ananalysis of the polymorphism of the restriction fragments(RFLP) of 208 isolates of a Foc world collection. As therestriction patterns results almost specific for each VCG,they can predict the VCG of each isolate previous to thevegetative compatibility analysis, determining 33genotypes and grouping the populations (with a similaritybetween 80 and 100%) in nine main lineages (DNA fingerprinting groups or DFG) concluding that the genotypesarise by simple mutation in each lineage. The worlddistribution of the lineages according DNA fingerprintinggroups is shown in Fig. 3.Foc isolates can be differentiated in two broad groups withdifferent lineages (Table 3) on the base of chromosomenumber and amount of DNA [Boehm et al., 1994],volatile production [Moore et al., 1991]; RAPD [Koeniget al., 1997]; sequence analysis of mitochondrial genes[O’Donnell et al., 1998], DNA fingerprinting [Bentley etal., 1998] and AFLP analysis [Groenewald et al., 2004].Most of the methods employed have a broad coincidencewhen grouping the isolates and minor differences ariserelated to specific populations of the pathogen. Differentlineages have been identified which are as geneticallydifferent among them as are to other formae specialis ofFusarium oxysporum [Bentley et al., 1998]. The majorfitosanidad/31

Luis Pérez-Vicentenumber of VCG and lineages have been found inMalaysia-Indonesia area. Based on the diversity concept(Vavilov’s theory) it seems that the Malaysian-Indonesianarea is the major centre of origin of Foc. All studies coincideto establish that Foc is polyphyletic. The results indicatethat the races 1 and 2 have evolved together whereasraces 3 and 4 are both of separate origin; while most ofthe Foc lineages have probably coevolved on SoutheastAsia; several lineages have probably arisenindependently.32/fitosanidadTable 2. VCGs in Foc and world distribution2VCG (1) VCG complexes Distribution by countries (2)0120 0120-01215 Australia, Brazil, Costa Rica, Canary Islands, Guadeloupe,Honduras, Indonesia, Jamaica, Malaysia, South Africa, Taiwan0121 None Indonesia, Malaysia, Taiwan0122 None Philippines0123 0123 a-0123 b Philippines, Indonesia, Malaysia, Thailand, Taiwan, Viet-Nam0124 0124-0125-0128-01220 Australia, Burundi, Brazil, Cuba, EUA, Honduras, India,Jamaica, Kenya, Malaysia, Malawi, Nicaragua, Philippines,Thailand, Uganda, Tanzania, Viet Nam0125 0124-0125-0128-01220 Australia, Brazil, Jamaica, Honduras, India, Kenya, Malaysia,Philippines,Thailand, Uganda, Zaire0124/ 0124-0125-0128-01220 Australia, Brazil, Cuba, EUA, Honduras, India, Indonesia,Jamaica0125 Kenya, Malaysia, Malawi, Nicaragua, Philippines, Thailand,Uganda, Viet Nam0126 None Honduras, Indonesia (Papua New Guinea?), Philippines0128 0124-0125-0128-1220 Australia, Commodes Islands, Cuba, Kenya, India, Thailand0129 None Australia01210 None Cuba, USA (Florida)01211 None Australia01212 None Kenya, Tanzania, Uganda01213 01213-01216 Australia, Indonesia, Malaysia01214 None Malawi01215 0120-01215 Costa Rica, Indonesia, Malaysia01216 01213-01216 Australia, Malaysia, Indonesia01217 None Malaysia01218 None Indonesia, Malaysia, Philippines, Thailand01219 None Indonesia01220 0124-0125-0128-1220 Australia, India, Kenya, Thailand01221 Thailand01222 None India, Kenya, Uganda1 Australia (Heliconia chartacea)2 Indonesia3 Indonesia4 Malaysia5 Indonesia, Malaysia, Thailand6 Mexico7 Philippines8 Philippines, Thailand9 Philippines10 Philippines11 Philippines12 Thailand, Viet Nam13 Viet Nam14 Viet Nam15 Indonesia16 Indonesia, Malaysia(1) The VCG with the numbers from 1-16 do not match with any of the precedent VCG and can be considered newVCG according Bentley et al. (1998).(2) Data of Ploetz (1990a and c), Bentley et al. (1998); Battle and Pérez, (1999); Magnaye, (1999); Singburaudom,(1999); Rutherford, (1999); Kangire and Tushemereirwe (2003), Viljoen et al. (2003), Thangavelu et al. (2003),Masdek et al. (2003).

Marchitamiento por Fusarium...VIIII, II, IVIVIII, IVII, IVIVIVIVIVIV, VIIIVII,IVV,VIII, II, III,IV, V, VIII, IVIVVI, II, III, VII, IV, V, VII, II, IV, V, VII, III,IV, IXII, IIIDFGsVCGsI 0120, 0129, 01211, 01215II 0122, 0126, 01210, 01219, 2,3,7,III 0121, 01213, 01216IV 0124, 0125, 0128, 01212, 1220, 4, 9, 11, 14V 0123, 01217, 5, 12, 13VI 01218VII 01214; VIII 6; IX 1Figure 3. World distribution of Foc lineages according DNA fingerprinting groups (DFGs, modified fromBentley et al., 1998; the list of VCG and countries is in Table 2).Table 3. Broad grouping of Fusarium oxysporum f. sp. cubense isolates accordingvarious methods of characterizationMethodGroupingsIIICurrent race classificationRace 4 Races 1 and 2[Stover, 1962b; Su et al., 1977, 1986]Cultural characteristic in K2 media[Sun et al., 1978]Lacinia formationNot lacinia formationVegetative compatibility [Ploetz, 1990ay b; Brake et al., 1990; Pegg et al., 1993;Moore et al., 1993]0120, 0121, 0122, 0126,0129, 01211, 01213,01215, 01216, 012190123, 0124, 0125, 0128,01210*, 01212, 01214,01217, 01218, 01220**.Volatile production (Moore, 1994). Odoratum Inodoratum (1)RAPD-PCR [Sorensen, et al., 1993; RAPD-PCR group 1 RAPD-PCR group 2Sorensen et al., 1994]Electrophoretic karyotyping [Boehm etal., 1994]Ek I (high chromosomenumber; large genome size)Ek II (fewer chromosomenumber; small genome size)Pectic enzyme analysis [Pegg et al., 1994] Slow movingPectic zymogram groupFast movingPectic zymogram groupRFLP [Koenig et al., 1997]Clonal lineagesII, III, IV, V, VI, VII, IX, X(VCGs, 0120, 0122, 0123,0126, 0129, 01211,Clonal lineagesI and VIII (VCGs 0124,0124/0125, 0125, 0128,01212)01214***, 01215)DNA finger printing genotypes [Bentleyet al., 1998]Clonal lineages I, II, III,VIII and IXClonal lineages IV, V, VI,VIIAFLP analysis [Groenewald et al., 2004] Group 1 (VCGs 0120,0120/15, 0126, 0129,01213, 01213/16, 01216,01219Group 2 (VCGs 0123,0124, 0125, 01217, 1218)* VCG 01210 is present only in Florida and Cuba attacking Manzano and Gros Michel and is probably a VCGwhich evolved independently.** VCG 1220 is a population from Western Australia attacking Cavendish but more closely genetically related torace 1.***VCG 01214 found only in Malawi not present in Asia, is genetically distantly from other lineages and probablyhas evolved independently in Africa or by funding effect [Koenig et al., 1997].(1) Not valid for Cuban populations of race 1 and 2 in which indistinctly can be found odoratum and inodoratumisolates [Batlle and Pérez, 2003].fitosanidad/33

Luis Pérez-VicenteIn conclusion, most genotypes of Foc have probably coevolvedwith banana in Asia and have been spread fromits centre of origin by the movement of banana plants.Several genotypes however, have also probably arisenindependently in different regions of the world (as is thecase of VCGs 01210 in Cuba, 01212 in Tanzania, 01214in Malawi and 01211 in Australia).Infection, epidemiology and disease cycleThe new introductions of Foc to disease free areas hasbeen due to the movement of rhizomes and infected plantsproduct basically to the human activity.The pathogen can remain immobile in soil in diseasedtissues as chlamydospores which are stimulated togerminate by host or non-host root exudates or by thecontact with susceptible healthy tissue [Stover, 1972].Mycelia and conidia are produced after 6-8 hours ofchlamydospore germination and new chlamydospores after2-3 days. Infection takes place through secondary ortertiary feeder roots but not through main root, unlessthere is exposition of the central core [Trujillo, 1963].Most of the infections are blocked but some of them becomesystemic passing through rhizome and pseudostem. Evenin presence of high amount of inoculum the plant cannot be invaded through rhizome or pseudostem. Thepathogen passes to the vascular zone of rhizome in theplaces of insertion of the diseased roots. The pathogenmove out of the vascular system to the adjacentparenchyma in the advanced stages of the disease formingconidia and chlamydospores which are released to thesoil when the plant die, lasting dormant by several years[Stover, 1962c].Foc presents a minor competitive ability than othercommon fungal species in the soil as are F. solani, F.pallidoroseum, Rhizoctonia sp. y Pythium sp. [Stover andWaite, 1954; Stover, 1962c; Trujillo and Snyder, 1963]and do not spread by itself in soil by vegetative growing[Trujillo and Snyder, 1963]. However, in spite of being apoorer competitor than other fungal species of soil, dueto the more random distribution of chlamydospores inthose places where the disease has been present, it is ableto colonize substrates of roots and leaves increasing itssaprophytic growth and lasting in the soil by many years.The disease cycle is repeated when chlamydosporesgerminates and growth saprophytically in plant debris orby host invasion. There are no forms of dispersal outsidethe plants. The disease is then transmitted by infectedrhizomes and mechanical movement of soil in machineryresidues, superficial running water and periodicinundations due to rivers outflows. An interesting pointfor a future research is the study of the status of thepopulations of Foc in Central America and Caribbean soilsof farms planted of cv. Gros Michel and destroyed byFusarium wilt after 40 years of Cavendish cultivation.Foc is essentially confined to the xylem elements. Theparenchyma that surround the vascular tissue usually diespreviously to fungal invasion and are invaded by thehyphen that last densely packed in the lumen of thesecells [Trujillo, 1963]. The pathogen multiplies abundantly(by budding as yeasts) in the xylem of affected plants.Some of the conidia are small enough to pass through theplaques of xylem. When a vessel is colonized conidia areproduced in the next 2-3 days at the outside of the vesselallowing moving to a new vessel. Host react to infectiontrying to develop a gel wall over and added to plaquethat impedes the fungal advance [Beckman, 1964, 1990;Beckman and Halmos, 1962; Beckman et al., 1962]. InGros Michel the colonization process occurs withoutlimitation meanwhile in Cavendish cultivars thecolonization is stopped by gel accumulation in the first24-48 hours followed by development of a vascularparenchyma that impedes any further colonization. DeAscensao and Dubery (2000), reported that cortical tissueof the resistant cultivar Goldfinger (FHIA 01), react toelicitation by Foc race 4, with a strong lignin depositionwhereas in the susceptible cultivar Williams this processis weak.Alternative hostsFoc can invade the weed roots in banana plantations assaprophyte or as a weak parasite of the tissues of senescentroots in decomposition remaining in soil by long periods.There are reports of the isolations of Foc from roots of theweeds Euphorbia heterophylla L. (Euphorbiaceae), Tridaxprocumbens L. (Poaceae), Chloris inflata (Link.) andCyanthillium cinereum L. (Asteraceae) [Waite y Dunlap,1953]; Cyperus iria L., Cyperus rotundus L., Gnaphaliumpurpureum L., Fimbristylis koidzuminana Ohwi [Su et al.,1986] and from decolorated roots without wilting of thespecies Paspalum fasciculatum Sw., Panicum purpurascens(Roddi.), Ixophorus unisetus Schl., and Commelina spp.[Podovan, 2003].Reaction of cultivarsMuch of the current knowledge on the reaction of bananacultivars to Foc infection has been achieved by theresults of Fusarium trials of the Musa Testing Programorganized by INIBAP and has been in a general waysummarized by Ploetz and Pegg (2000). The results ofartificial inoculations of the Foc Cuban populationsbelonging to VCG 01210 (race 1), 0124 and 0128 (race 2)are shown in Table 4 [Pérez et al., 2003, 2004b].The reports of the reaction ratings for different cultivars indifferent countries are variable in dependence of thepopulation of Foc, the pressure of infection, soil temperature[Trujillo, 1963] and the nature of the material used in thetest with artificial inoculations (tissue culture plants aremore susceptible than conventional propagation materials[Smith et al., 1998]. These factors should be taken intoaccount when comparing results of trials.Hwang et al. (1992) and Ho et al. (2001), obtainsomaclonal resistant plants from Giant Cavendish to Focrace 4 in Taiwan and Malaysia in tissue culture. Herrera34/fitosanidad

Marchitamiento por Fusarium...et al. (1999) and Bermúdez et al. (2002) obtainedresistant mutants from Gros Michel tissue culture plantsby induction of mutation with gamma particlesbombardment and screening by repetitive inoculationswith Foc in laboratory and field.Early screening has been a main objective in the selectionof resistant plants against different formae specialis of F.oxysporum in conventional and biotechnological breeding.Crude extracts and fusaric acid from Foc cultures has beenused in the selection of resistant plants [Bacon et al., 1996;Matsumoto et al., 1995 and 1999; Campanioni et al.,2003], etc.Disease managementUse of resistant cultivars. The use of resistant genotypeshas proved to be the main measure of control.Cultural and quarantine measures. In disease free areaspreventative and quarantine procedures should beimplemented to avoid the entry of the pathogen. Newgenotypes should be introduced in tissue culture fromcertified healthy sources.The equipments employed in infected areas should notbe used in free areas unless it has been carefully washedand disinfected.Sanitation and destruction of diseased plants and fieldsshould be carried out taking into consideration that thecutting and spreading of plant residues could contributeto the dispersal of the pathogen chlamydospores in soiland to the dispersal of the disease.Chemical control. There are not effective measures ofchemical control. Fumigated soils with methyl bromidecan be re-infected in two or three years in fields with susceptiblecultivars.Use of antagonists. Mid and long term perspectives. There arenot published papers on the practical use of antagonistin scientific bibliography. Most of the reports concern togreenhouse and laboratory results not confirmed orrepetitive at the field. Disease suppressive soils areassociated to high populations of actinomycetes and bacteriawhereas the conducible ones present higherpopulations of filamentous fungi and yeasts [Peng et al.1999]. The suppressiveness of soils are based on microbialinteractions being fluorescent Pseudomonas and nonpathogenicF. oxysporum the main species involved in thecompetence for nutrients (specially carbon and iron),competence for colonization at the site of infection andthe induction of resistance in the plants [Lemanceau etal., 1988].Most of the ongoing research on the biocontrol of Fusariumwilt on banana has been directed to the reduction of theinoculum in soil and the use of endophyte antagonists.Mitov and Oliva (1975) reported the efficacy of theantagonist T. lignorum (now T. harzianum) and the reductionof infection by Foc in Bluggoe plants treated with theantagonist previous to inoculation with Foc. Similar resultswere reported by Perez et al. (2003 and 2004a). Treatmentswith T. harzianum A34, allowed keeping plantations ofBurro CEMSA during five years in production in conduciblesoils of fields previously destroyed by the disease.Table 4. Reaction of cultivars to artificial inoculation with differentraces and VCG of Cuban populations of Foc [Pérez et al., 2003]CultivarsFrequency of diseased plants(%)Mean severity (*)01210(1)**0124(2)0128(2)01210(1)0124(2)0128(2)Manzano 60,0 0,0 0,0 4,6 1,0 1,0Gros Michel 100,0 0,0 0,0 5,0 1,0 1,0Burro criollo 0,0 60,0 40,0 1,0 4,0 3,8Pelipita 0,0 0,0 100 1,0 1,0 5,0Pisang awak 25,0 0,0 33,3 2,4 4,3 4,5Musa acuminata 2 66,6 33,3 33,3 1,8 1,3 4,3Pisang Lilin 25,0 0,0 25,0 4,7 2,6 4,3Calcutta 4 0,0 33,3 25,0 4,5 2,3 2,2Pisang jari buaya 20,0 40,0 20,0 1,6 3,6 3,2Paka 66,6 0,0 0,0 4,3 5,0 5,0Yangambi Km 5 100 33,3 33,3 5,0 3,3 4,0FHIA 02 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0FHIA 03 20,0 60,0 0,0 1,8 2,4 3,6FHIA 04 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0FHIA 18 20,0 0,0 0,0 1,8 0,0 1,6FHIA 21 0 20,0 0,0 0,0 2,6 1,0* Scale from 0 (healthy to 5 dead). ** Races in parenthesis.fitosanidad/35

Luis Pérez-VicenteSome research needsA great advance has been achieved in the last 15 years onFusarium wilt and its causal agent Fusarium oxysporum f.sp. cubense. However there still some black holes andresearch needs:1. A considerable amount of information has beenobtained from the diversity of strains of Foc in SoutheastAsia (particularly from Thailand, Malaysia and Indonesia)Australia, some countries of Central America (Hondurasand Costa Rica) and more recently from Cuba. Howeverthere is a relatively little information on this issue fromChina, Viet Nam, and Northern India most of thecountries from the Caribbean basin (where a relative fewisolates has been studied) and there is almost a completelack of data from South America (Indians went to Malaya,Fiji, Caribbean Island and Guiana to work in sugarcaneand as traders and later to East Africa from Western India;with them went Bluggoe, Pisang awak Silk and NeyPoovan. Portuguese’s Spaniels and Dutch from Asia-Pacificand Africa to Central, South America and the Caribbean).2.Even when there is a more comprehensiveunderstanding of the variability of Foc populations sinceits grouping in VCGs and lineages, the classification basedon pathogenicity need further research and must beconsidered in the future for practical purposes of diseasemanagement and breeding.3. There is still the need of developing inoculation andtesting procedures.4. There is a lack of published scientific research work onbiocontrol, particularly with practical field results. Thereis also a lack of negative results published. Foc inoculumremains as chlamydospore in the soil and there is anopportunity for soil antagonist as Trichoderma harzianumto colonize and reduce the population of Foc low byantibiosis or direct parasitism. At the same time there is alack of information on the ecology of the antagonists inthe rhizoplane of Musa plants as well as the resistanceresponse to potentially pathogenic Foc population of plantspreviously challenged with non pathogenic Fusariumoxysporum.REFERENCESAshby, S. F.: «Banana disease in Jamaica» (Abstract) Science 31:754-755, 1913.Bacon, C. W.; J. K. Porter; W. P. Norred; J. F. Leslie: «Production offusaric acid by Fusarium species», Appl. and Environm. Microb.62:4039-4043, 1996.Bancroft, J.: «Report of the Board Appointed to Inquire Into the Causeof Disease Affecting Livestock and Plants», Queensland, 1876. In:Votes and Proceedings (3) 1011-1038, 1876.Batlle, Alicia; L. Pérez: «Grupos de compatibilidad vegetativa de laspoblaciones de Fusarium oxysporum Schlecht. f. sp. cubense (E. F.Smith) Snyd. and Hans. presentes en Cuba», INFOMUSA 8 (1):22-23, 1999.Batlle, Alicia; L. Pérez: «Population Biology of Fusarium oxysporum f.sp. cubense in Cuba», 2 nd . 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FITOSANIDAD vol. 8, no. 4, diciembre 2004COMPORTAMIENTO DEL MANCHADO DEL GRANOEN VARIEDADES DE ARROZ (ORYZA SATIVA LIN.)DE CICLO MEDIORegla M. Cárdenas Travieso, Elizabeth Cristo Valdés, Noraida Pérez León, Madelín GonzálezVázquez, Deyanira Rivero González y Ariel Cruz TrianaInstituto Nacional de Ciencia Agrícolas. Gaveta Postal 1. Carretera a Tapaste Km ½, San José de lasLajas, La Habana, CP 32 700, c.e.: palacios@inca.edu.cuRESUMENEl trabajo se realizó en la Estación Experimental del Arroz Los Palacios.Se muestran los resultados de un estudio de interacción genotipoambienterealizado con el propósito de evaluar comportamiento delmanchado del grano en tres variedades de arroz de ciclo medio:INCA LP-2, INCA LP-7 y J-104 como testigo. Se estudió su relacióncon el vaneo y el peso de 1 000 granos en dos épocas (poco lluviosa2002/2003, y lluviosa 2002). El diseño empleado fue el de bloques alazar con tres repeticiones. Los resultados mostraron que los porcentajesde manchado difirieron significativamente entre una época yotra, y fueron menores los registros en la poco lluviosa. El vaneopresentó este mismo comportamiento, mientras que el peso de 1 000granos sanos fue mayor en esta época. Al mismo tiempo los granosmanchados pesaron menos que los sanos en cada época estudiada.El análisis de regresión indicó que el porcentaje de manchado de losgranos estuvo relacionado con el porcentaje de vaneo y el peso delos granos, tanto sanos como manchados. La variedad INCA LP-7presentó el mejor comportamiento ante todas las variables estudiadas.Palabras clave: Oryza sativa, arroz, hongos, manchado del granoABSTRACTA study of interaction genotype-environment was realized in the RiceExperimental Station “Los Palacios” with the intention of evaluatingthe behavior of spotted seed on three rice varieties of medium cycle:INCA LP-2, INCA LP-7 and J-104 as control. The relation of thispathology with the grain emtiness and the weight of 1000 grains inboth rainy and slightly rain periods was evaluated; random blocksdesign in field plots with three repetitions was used. Results showedthat damage percents were different between periods and recordswere minor in the slightly rain one; the empty grain presented thesame behavior, whereas the weight of 1000 healthy grains was majorin this period; at the same time the spotted grains weighed less thanthe healthy ones in every studied. Regression analysis indicated thatpercentage of stained of the grains was related with the percentage ofgrain emptiness and the weight of the grains in both healthy andspotted. The variety INCA LP-7 presented the best behavior.Key words: Oryza sativa, rice, fungi, spotted seedINTRODUCCIÓNEl arroz es el principal alimento de una tercera parte de lapoblación mundial, es decir, de aproximadamente dos milmillones de personas [Pantoja et al., 1997; FEDEARROZ,1997]. De acuerdo con el crecimiento planificado de lapoblación y del consumo de este cereal, se estima que parael año 2025 el mundo requerirá 400 millones de toneladasadicionales para suplir la demanda.Una de las estrategias para lograr un aumento sosteniblede la producción de arroz en Cuba que permita satisfacerla demanda cada vez mayor de este cereal, consiste en elincremento de los rendimientos como primer objetivo delos programas de mejora de arroz [Morejón et al., 2001],los que desde el año 1966 han estado dirigidos, entreotros fines, a la incorporación de resistencia a enfermedadesy plagas, y mejora de la calidad del grano [Pérez etal., 2002]. No obstante, el potencial productivo de unavariedad está determinado por muchos genes que regulandiversos procesos fisiológicos, pero el medio ambiente seencarga de limitar dicho potencial [Aguilar, 2001]. Eneste contexto, la obtención de elevados rendimientos haestado limitada por diferentes causas en los últimos años,entre ellas la incidencia de enfermedades como el manchadodel grano producida por un complejo de hongos, yque puede presentarse externamente sobre las glumas,internamente en el endospermo, o en ambos y causar severosdaños [Estrada y Sandoval, 2001].Wong y Sandoval (2001) refieren que, frecuentementeasociado al manchado de los granos, se puede observarun gran porcentaje de vaneamiento, lo que resulta en unasintomatología que comúnmente es atribuida a la accióndel complejo ácaro-hongo (Steneotarsonemus spinki-Sarocladium oryzae), según Almaguel et al. (1999). Paracomplementar la estrategia de recomendación de variedadesde arroz con alto potencial de rendimiento es ne-fitosanidad/39

Cárdenas y otroscesario conocer previamente su comportamiento ante el manchado,cuyos efectos se hacen notar hacia finales del ciclo delcultivo, y que provoca un deterioro visible de la calidad de lasemilla, lo que constituye el objetivo del presente trabajo.MATERIALES Y MÉTODOSEl experimento se desarrolló en la Estación Experimentaldel Arroz Los Palacios, ubicada a 96 km al oeste de lacapital del país, y 46 al este de la provincia de Pinar delRío, con 40 m de elevación sobre el nivel medio del mar,22°10'36" de latitud norte y 83°10'37" de longitud oeste,sobre un suelo hidromórfico gley nodular ferruginoso[Hernández, 1999]. El montaje se realizó en un diseñode bloques al azar con tres réplicas.Para el análisis de los resultados en el experimento setuvo en cuenta que las precipitaciones pluviales constituyenuno de los elementos meteorológicos más característicosdel clima en Cuba, y su distribución anualpermite identificar la existencia de dos estaciones: lapoco lluviosa, que se extiende desde noviembre hastaabril, y la lluviosa, de mayo a octubre, lo cual tienenotable influencia en la incidencia de plagas y enfermedades.Se realizaron dos siembras, en condiciones deregionalización, de tres variedades de arroz con similarescaracterísticas en cuanto al ciclo (Tabla 1). La primera sehizo en el período lluvioso 2002 y la segunda en el pocolluvioso 2002-2003.Tabla 1. Características de los genotipos de arroz sembradosCaracterísticas INCA LP-2 INCA LP-7 J-104Procedencia Cuba Cuba PerúCiclo Medio Medio MedioTipo de planta Indica semienana Indica semienana Indica semienanaProgenitores IR 759-54-2-2/6066 Somaclón de Amistad 82 IR 480-5-9-3-2/IR 930-16-1Método deobtenciónCruzamiento Cultivos somáticos CruzamientoPérez (1998), González (2002), Cárdenas (2002).La siembra se efectuó manualmente a chorrillo en parcelasde 6 m 2 , con una densidad de semillas de 101 kg/ha –1 .Para realizar las evaluaciones se seleccionaron cincopuntos ubicados en las diagonales de cada parcela, enlos que en cada uno se tomaron al azar 10 panículasen estado de grano maduro. Las semillas se desgranaronmanualmente y categorizaron de la manera siguiente:Semillas manchadas y semillas sanas. Granos con glumasseveramente manchadas, severidad estimada de acuerdocon el número de granos con más de 25% de la superficieafectada. El porcentaje de manchado se calculó mediantela fórmula:MManchado (%) = × 100S + Mdonde: M: Número de semillas manchadasS: Número de semillas sanasSemillas llenas y semillas sanas. El porcentaje de manchadose calculó mediante la fórmula:VVaneo (%) = × 100Ll + Vdonde: V: Número de semillas vanasLl: Número de semillas llenasComo criterio de resistencia para el manchado se utilizaronlos índices propuestos en la escala de nueve gradosdel IRRI (1996).Grado Incidencia Susceptibilidad0 No incidencia Inmune1 Menos de 1% Altamente resistente (AR)3 1-5% Resistente (R)5 6,1-25% Medianamente resistente (MR)7 26,1-50% Susceptible (S)9 51,1-100% Altamente susceptible (AS)40/fitosanidad

Comportamiento del manchado...Los granos llenos se separaron en dos clases: llenos sanosy llenos manchados, y se les calculó el peso de 1 000granos con ayuda de una balanza técnica digital. Los datosde porcentaje de manchado y vaneo se transformaron porla expresión 2arcsen %, y se sometieron a un análisis devarianza con arreglo factorial (3 x 2), donde los factoresanalizados fueron genotipos y ambientes, mientras que elpeso de 1 000 granos se sometió a un Anova con arreglofactorial (3 x 2 x 2) en el que los factores fueron genotipos,ambientes y clase. En todos los casos se consideraron comoambientes a las épocas en estudio. Las medias obtenidasse evaluaron por el test de rangos múltiples de Duncan(p < 0,05). Se realizó un análisis de regresión para conocerla relación entre el porcentaje de manchado (x) con elvaneo, el peso de 1 000 granos llenos sanos y llenos manchados,(y) entre esas variables en cada época.RESULTADOS Y DISCUSIONEn la Tabla 2 se refleja la reducción significativa en losniveles de manchado en la época lluviosa (2002) y pocolluviosa (2002/2003) en las tres variedades en estudio.Se ha informado que el manchado de los granos es unaenfermedad muy compleja determinada por la interacciónpatógeno-hospedante-ambiente [Estrada y Sandoval,2001], lo que explica las diferencias detectadas entre variedadesy épocas. La variedad de mejor comportamientofue INCA LP-7, que desarrolló buenos niveles de resistenciaal manchado en ambas épocas. Se conoce que la lluviaes uno de los factores del clima que favorecen eldesarrollo y diseminación de hongos fitopatógenos, lo cualjustifica en cierta medida las diferencias en los porcentajesde manchado obtenidos entre ambas épocas.Tabla 2. Porcentajes de manchado en las diferentes variedadesen los períodos lluvioso (2002) y poco lluvioso (2002/2003)VariedadPeríodo lluviosoPeríodo poco lluviosoManchado (%) Resistencia Manchado (%) ResistenciaINCA LP-2 53,83a AS 7,43d MRINCA LP-7 19,46c MR 2,31e RJ-104 32,59b S 5,62de RCV 10,21%ES 1,43Medias con letras comunes no difieren significativamente para p < 0,05.No obstante, aunque algunos investigadores comoGuzmán (1999), Sandoval et al. (2002), Estrada ySandoval (2001) y Estrada et al. (2002) han demostradola participación mayoritaria de hongos en el manchadode las semillas, y en general se ha informado por Mew(2002) y Neninger et al. (2003), sobre la presencia demás de 80 especies de hongos en semillas de arroz, tambiénotros autores han considerado que el manchado delgrano es más bien un desorden nutricional o fisiológico,común en suelos infértiles típicos de zonas tropicales [Castaño,1998; Cárdenas et al., 2003].En las áreas arroceras de la provincia de Pinar del Ríoesta enfermedad se ha convertido en un problema crónico,con un marcado efecto negativo en la producciónarrocera, fundamentalmente en la campaña de primavera(período lluvioso). Esto pudiera estar vinculado a lasiembra de la variedad J-104, durante más de 19 años,en más de un 70% del área destinada a este cereal, situaciónque desde el punto de vista fitosanitario favorece laadaptabilidad de los patógenos a esa variedad, al mismotiempo que contribuye al deterioro de la fertilidad delsuelo, pues la siembra continuada de la misma variedad,campaña tras campaña y año tras año, estimula la extracciónde los mismos nutrientes, coadyuvando a su agotamientoen el suelo.Estos son inconvenientes asociados a la pérdida de la diversidadgenética del cultivo. En este sentido, Porceddu(2001) explicó que la diversidad genética es de gran importanciapara la continuidad de la vida, les facilita a laspoblaciones y ecosistemas adaptarse y sobrevivir a loscambios ambientales. Por otro lado, Isidrón et al. (2003)aclararon que la diversidad genética en una especie importantepara la alimentación humana resulta imprescindiblepara preservar la seguridad alimentaria de laspresentes y futuras generaciones, y para emprender programasde mejoramiento genético.El porcentaje manchado en la época poco lluviosa no difirióentre las variedades INCA LP-2 y J-104, el registroen INCA LP-2 fue significativamente superior a INCALP-7 sin diferencias entre esta última y J-104, mientrasque en la época lluviosa el manchado difiriósignificativamente entre las tres variedades en estudio.Esto confirma lo informado por Estrada y Sandoval (2001)fitosanidad/41

Cárdenas y otrosacerca de que los registros del manchado pueden ser diferentesentre variedades y épocas de siembra, y ademásque entre localidades también pueden encontrarse diferencias.En cuanto al vaneo de los granos se pudo apreciar que losporcentajes fueron bajos en ambas épocas (Tabla 3), si setiene en cuenta que el índice permitido para las variedadesIndicas semienanas es de 10%, pero se acepta hasta un15%, según Pérez et al. (2002). No obstante, comparativamenteel porcentaje de vaneo por variedades fuesignificativamente inferior en la época poco lluviosa conrespecto a la lluviosa; INCA LP-7 desarrolló los menoresniveles en ambas épocas, en tanto INCA LP-2 y J-104 nodifirieron en su comportamiento. Esto sugiere que los porcentajesde vaneo pueden ser bajos o encontrarse dentrode los límites permisibles para esas variedades, independientementede que el manchado sea elevado, pero fueronsignificativamente diferentes entre épocas.Tabla 3. Porcentajes de vaneo de las variedadesen estudio en los períodos lluvioso y poco lluviosoVariedadPeríodo lluviosoPeríodo poco lluviosoVaneo (%) Vaneo (%)LP-2 10,46a 8,02bLP-7 7,33b 5,03cJ-104 11,07a 8,01bCV 4,36 %ES 0,40Medias con letras comunes no difieren significativamente p < 0,05.En la práctica se ha observado que una variedad puedeproducir la cantidad de granos llenos característica deesa variedad y presentar un alto porcentaje de manchado,y los rendimientos no ser los esperados para unaépoca dada. Es evidente que la manifestación del manchadotiene influencia en el peso de los granos. Pérez etal. (1991) consideran este carácter como muy estable enbuenas condiciones de cultivo, y depende fundamentalmentede la variedad. Además, López (1991) planteaque tiene una alta heredabilidad y su determinación espoligénica.En la Tabla 4 se puede apreciar que en ambas épocas elpeso de los granos llenos sanos fue significativamente superioral de los granos llenos manchados en cada variedad.Al mismo tiempo, el peso de los llenos sanos en elperíodo poco lluvioso fue superior al de los llenos sanosen el lluvioso, al igual que con los llenos manchados. Elresultado demuestra que los granos manchados, aunqueestén completamente formados, pesan menos que los llenossanos, además de mantenerse las diferencias entreépocas. Lo obtenido por Cárdenas (2003) demostró quela manifestación de esta enfermedad constituye un factorlimitante en la producción, que afecta también la calidadde la semilla.Al especificar el comportamiento por variedades, se pudoobservar que en la variedad INCA LP-2 y J-104 el pesode los granos llenos sanos en época lluviosa no difiriócon el peso de los granos llenos manchados en el períodopoco lluvioso, mientras INCA LP-7 presentó diferenciassignificativas entre todas las categorías en ambas épocas,y logró los mejores pesos en el período poco lluvioso.Se encontró en este estudio que los granos llenos sanos,de una variedad sembrada en época lluviosa,desarrollan un peso tan bajo como los granos llenosmanchados de esa misma variedad sembrada en el períodopoco lluvioso.La reducción en el peso de los granos llenos manchadoscon respecto a los llenos sanos fue mayor en el períodolluvioso (Tabla 5) con un promedio de 2,7 g, que representanun 9,96% de reducción del peso, mientras que enel período poco lluvioso fue de 1,1 g, que representa3,79%. La menor diferencia detectada en esta época sepuede atribuir a un mejor balance entre la fotosíntesis yla respiración que repercutió en un mayor llenado de losgranos. No obstante, Cordero y Rivero (2001) refirieronque el manchado puede producir hasta un 40% de disminuciónen el peso de los granos.Por lo anteriormente expuesto se puede asegurar que elmanchado de los granos demerita la calidad de la semilla.Al efectuar el análisis de regresión entre el manchadoen el período poco lluvioso y el período lluvioso con lasvariables vaneo, peso de los granos llenos sanos y peso delos granos llenos manchados (Tabla 6), se pudo apreciarque el mejor ajuste en todos los casos correspondió a unaecuación polinomial de tercer grado.42/fitosanidad

Comportamiento del manchado...Tabla 4. Peso de 1 000 granos (g) por categorías en las variedadesestudiadas en ambas épocasVariedadLlenossanosPeríodo lluviosoPeso de los granos (g)LlenosmanchadosPeríodo poco lluviosoLlenossanosLlenosmanchadosINCA LP-2 25,00f 22,20g 26,20d 25,00fINCA LP-7 28,10c 25,60e 31,70a 30,20bJ-104 28,20c 25,40ef 29,10b 28,00cCV 1,06%ES 0,16Medias con letras comunes no difieren significativamente p < 0,05.Tabla 5. Reducción en el peso de los granos (g)llenos manchados con respecto a los llenos sanosVariedadLluviosoPoco lluviosoGramos Por ciento Gramos Por cientoLP-2 2,8 11,20 1,2 4,58LP-7 2,5 8,90 0,5 1,58J-104 2,8 9,93 1,1 3,78Media 2,7 9,96 1,1 3,79Tabla 6. Ecuación de mejor ajuste de la variación del manchado respectoa las diferentes variables estudiadasVariables (y)VaneoPeso granosllenos sanosPeso granosllenos manchadosLluviosoPorcentaje de manchado (x)y = –0,11 + 0,199x – 0,009x 2 – 0,00018x 3R 2 = 0,9190y = 0,21 + 2,74x – 0,08x 2 + 0,0008x 3R 2 = 0,9878y = 0,14 + 2,33x – 0,063x 2 + 0,0005x 3R 2 = 0,9944Poco lluviosoy = 0,82 + 2,96x – 0,38x 2 + 0,017x 3R 2 = 0,9741y = 0,55 + 23,80x – 5,17x 2 + 0,327x 3R 2 = 0,9891y = 0,54 + 23,69x – 5,23x 2 + 0,333x 3R 2 = 0,9886Los resultados demostraron la susceptibilidad de la variedadINCA LP-2 al manchado de los granos, y confirmanlo informado por Estrada y Sandoval (2001), quienesobservaron registros elevados de especies de Curvulariaen semillas de esta variedad, por presentar buen potencialde rendimiento agrícola [Cuevas et al., 2002; Pérezet al., 2002]. Se recomienda limitar su siembra en la estaciónde lluvias y alternarla con variedades resistentes comoINCA LP-7, con la finalidad de diversificar el germoplasmacon la consecuente mejora de la tolerancia a la enfermedad,y se deben garantizar los fungicidas recomendadospara la protección de la panícula.fitosanidad/43

Cárdenas y otrosCONCLUSIONES• El porcentaje de manchado de los granos fue mayor enla época lluviosa con respecto a la poco lluviosa.• El porcentaje de manchado se relaciona con el porcentajede vaneo y el peso de los granos llenos.• El peso de los granos llenos manchados fue inferior alpeso de los granos llenos sanos.• El porcentaje de reducción del peso de los granos manchadosen la época lluviosa fue 9,96%, y en la épocapoco lluviosa 3,79% en variedades de ciclo medio estudiadas.REFERENCIASAguilar, M.: Cultivo del arroz en el sur de España, Centro de Investigacióne información Agraria. Sevilla, España, 2001.Almaguel, Lérida; Adrid Santos; P. de la Torre; Idalia Cáceres; JorgeHernández: «Dinámica de poblaciones e indicadores ecológicos delácaro Steneotarsonemus spinki Smiley (acari: tarsonemidae) en arrozde riego en Cuba», I Congreso de Arroz de Riego y Secano del Áreadel Caribe, Resúmenes, Camagüey, Cuba, 1999, pp. 81 y 82.Cárdenas, Regla M.; Lázara M. 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FITOSANIDAD vol. 8, no. 4, diciembre 2004PATOGENICIDAD Y VIRULENCIA DE AISLAMIENTOSDE ERWINIA SP. EN SEMILLAS DE PAPA IMPORTADAYuliet Franco, Marusia Stefanova y María F. CoronadoInstituto de Investigaciones de Sanidad Vegetal. Calle 110 no. 514 e/ 5a. B y 5a. F, Gaveta 634,11300, Playa, Ciudad de La HabanaRESUMENSe estudió la patogenicidad y la capacidad de maceración de aisladosde Erwinia sp. obtenidos de tubérculos de papa para semilla dela variedad Spunta con pudrición blanda. En condiciones de laboratoriose inocularon tubérculos de la misma variedad, previamentepesados, mediante una incisión de 2 cm de profundidad en la zonadel estolón, donde se colocaron 200 µL de la suspensión de la bacteriade 10 8 ufc/mL. En cada evaluación (3, 7 y 10 días) los tubérculosfueron lavados para eliminar los tejidos podridos y pesados nuevamentepara determinar la reducción del peso en comparación con elinicial. Todos los aislamientos en estudio resultaron patógenos ycausaron pudrición blanda en los tubérculos inoculados. Los aislamientosque provocaron la desintegración total de los tejidos entretres y siete días, y pérdidas entre 63,52y 74,38% fueron consideradosmás virulentos. Su predominio entre las cepas estudiadas los sitúaentre las posibles causas que motivaron las pudriciones blandas enlas semillas.Palabras clave: Erwinia, Solanum tuberosum, pudrición blandaABSTRACTPathogenicity and maceration capacity of Erwinia sp. Isolations,obtained from seeds of potato tubers of the variety Spunta with softrot, was studied under laboratory conditions. Pre weighed healthytubers of the same variety were inoculated with 200 µL of a 10 8 ufc/mlbacteria suspension, placed in an incision of 2 cm of depth in thestolon area. In evaluations at 3, 7 and 10 days tubers were washed toeliminate the decayed tissue and weighed again to determine theweight reduction. All isolations studied were pathogen and causedsoft rot to the inoculated tubers. The isolations that caused totaldisintegration of the tubers between 3 and 7 days and made lossesbetween 63.52% and 74.38% were considered more virulent; theirprevalence in the studied locate them among the possible causesthat motivated soft rot in potato seeds.Key words: Erwinia, Solanum tuberosum, soft rotINTRODUCCIÓNLa papa (Solanum tuberosum L.) ocupa, en términos deproducción de alimentos, el cuarto lugar entre los diezprincipales cultivos económicos a escala mundial [FAO,1996; NIVAA, 1998]. En Cuba se considera uno de loscultivos alimenticios más importantes, y se siembra prácticamenteen todo el país [Jané y Deroncelé, 1997]. Elincremento de las áreas del cultivo hace necesario importargrandes volúmenes de semillas, principalmente deHolanda y Canadá.La papa, por su alto contenido de almidón y azúcar, essusceptible a diversas enfermedades, entre ellas las provocadaspor Erwinia carotovora subsp. atroseptica, Erwiniacarotovora subsp. carotovora y Erwinia chrysanthemi, de distribucióngeográfica prácticamente generalizada, que causanpudriciones blandas con pérdidas anuales entre 50 y100 millones de dólares a nivel mundial. La primera especiese relaciona con las zonas de clima templado, y lasotras dos con las de temperaturas altas por encima de25 o C [Pérombelon y Kelman, 1980; Pérombelon, 1992].En Cuba se encuentran presentes las dos últimas especies;pero nuevas introducciones de bacterias también se producenpor medio de semillas contaminadas que constituyenla vía más eficiente de transmisión de un país a otro. SegúnPérombelon (1993), en Escocia se detectaron cepas deE. chrysanthemi originarias de zonas templadas del continenteeuropeo introducidas mediante semillas importadas.En los envíos de tubérculos de papa de semillas recibidosen Cuba en el 2003 se observaron pudriciones blandasde consideración en la variedad Spunta, y se obtuvieronnumerosos aislamientos bacterianos de Erwinia sp. Se realizóun estudio de la patogenicidad y de la actividad demaceración de esas cepas, cuyos resultados se exponen enel presente trabajo.MATERIALES Y MÉTODOSA partir de 10 aislamientos seleccionados y denominadosE1, E2, E3, E4, E5, E6, E7, E8, E9 y E10, se inocularon,fitosanidad/45

Franco y otrosen condiciones de laboratorio, seis tubérculos de la variedadSpunta por variante, los cuales fueron pesados previamente.La inoculación se realizó mediante una incisiónde 2 cm de profundidad en la zona del estolón dondese colocaron 200 µL de la suspensión de la bacteria, crecidadurante 24 h en el medio de cultivo nutriente agar(NA), a una concentración de 10 8 ufc/mL ajustada segúnla escala de Mc Farland. Los orificios fueron sellados despuésdel procedimiento y la papa puesta en cámara húmedadonde permaneció hasta el final del ensayo. Lamisma cantidad de tubérculos inoculados con agua estérilformó la variante control del experimento. Al cabo delas 72 h los tubérculos fueron lavados para eliminar lostejidos macerados, y pesados nuevamente para determinarla reducción del peso. Se realizaron otras dos evaluacionesa los 7 y 10 días. Con los promedios de los valoresobtenidos se calculó el porcentaje de pérdida de peso porla fórmula:P − pPor ciento = × 100Pdonde P: peso del tubérculo sanop: peso del tubérculo después de lavadoLos resultados se analizaron estadísticamente por mediodel programa Analest y el gráfico se realizó en Excel deWindows XP.RESULTADOS Y DISCUSIÓNTodos los aislamientos en estudio resultaron patógenos ycausaron pudrición blanda en los tubérculos inoculados;sin embargo, la maceración de los tejidos no ocurrió en elmismo tiempo ni con igual intensidad. El aislamiento E10redujo el peso con 20,19 g durante las primeras 72 hpara una pérdida de 21,66%; de manera muy similar secomportaron las cepas E3, E6, E7 y E9, cuyas pérdidasoscilaron entre 15,58 y 18,26 g, que representa de 19,28a 19,62% de reducción de los tubérculos. En las variantesE1 y E2 se registraron valores de pudrición de 0,36 y0,79 g para un 0,38 y 0,83% de reducción respectivamente(Fig. 1).En la segunda evaluación la mayor parte de los aislamientosprovocaron una merma prácticamente total entre63,52 y 74,38% en los tubérculos, sin diferencias significativas,aunque la cepa E10 nuevamente mostró elvalor más elevado de pérdidas. En esta ocasión los aislamientosE1 y E2 provocaron disminución de la integridadestructural de los tubérculos de 27,11 y 13,31 g paraun 28,29 y 13,99% de reducción respectivamente (Fig. 1).La diferencia en la intensidad de maceración de los tejidosentre estas dos cepas y las restantes se mantuvo hastael final del experimento. Los tubérculos de la variantetestigo no mostraron alteración alguna.Figura 1. Porcentaje de pérdidas ocasionadas por Erwinia sp.en los tubérculos (p < 0,05).Los resultados señalan la presencia de aislamientos másvirulentos que puede deberse a una secreción mayor deenzimas pectolíticas, tal y como plantean Collmer y Ried(1986), quienes determinaron diferencia enzimática entrecepas de Erwinia sp. Igualmente Duarte et al. (2004)encontraron que aislamientos de Erwinia de papa de Brasilposeían una capacidad mayor de maceración, y porende de patogenicidad, y causaron síntomas a las 72 h,en comparación con una cepa tipo de E. c. subsp.atroseptica, que requirió para eso de siete días.Aunque todas las cepas en este estudio causaron daños,independientemente de su virulencia, hecho también señaladopor Toth et al. (2002), los aislamientos virulentosdesintegraron los tubérculos en su totalidad entre tres ysiete días, y motivaron pérdidas en el peso entre 51 y 69 g.La contaminación, en mayor o menor grado, de lotes detubérculos de papa para semillas donde las especies deErwinia se encuentran en estado latente, es muy comúnpara este género de bacterias. Por otra parte, coincidenlos criterios que la humedad y la temperatura son dos46/fitosanidad

Patogenicidad y virulencia de aislamientos...factores críticos para el inicio y el desarrollo de lapudrición blanda [Pérombelon, 2002].Entre las posibles causas que motivaron las pudricionesblandas de consideración en la variedad Spunta duranteel 2003 se encuentran, en primer lugar, la presencia debacterias pectinolíticas del género Erwinia y las condicionesde humedad alta por encima de la media histórica.Los resultados en este estudio permiten añadir a ellas lapresencia predominante de cepas de ese género con virulenciaelevada.CONCLUSIONESY RECOMENDACIONES• Dentro de las especies de Erwinia que arriban a Cubacon los tubérculos de papa de semillas existen aislamientosmás virulentos que pueden provocar ladesintegración total de los tejidos entre tres y sietedías.• Se recomienda extender el estudio a cepas obtenidas deáreas de papa del país donde se detectan pudricionesblandas durante el cultivo.REFERENCIASCollmer, A.; J. L. Ried: «Comparison of Pectic Enzymes Produced byErwinia chrysanthemi, Erwinia carotovora subsp. carotovora andErwinia carotovora subsp. atroseptica», Appl. Environ. Microbiol.52:305-310, 1986.Duarte, V.; S. De Boer; L. Ward; A. de Oliveira: «Characterization ofAtypical Erwinia carotovora Strains Causing Blackleg of Potato inBrazil», Journal of Applied Microbiology 96:535-545, 2004.FAO: Statistics Serie no. 135 Production, Italy, Rome; Food and AgricultureOrganization (FAO), 1996, pp. 89 y 90.Jané, E. M.; R. C. Deroncelé: El cultivo de la papa en Cuba, Instituto deInvestigaciones Hortícolas Liliana Dimitrova, La Habana, 1997, p. 22.NIVAA: The Road to Seed Potato Production, NIVAA Den Haag, 1998, p. 72.Pérombelon, M. C.; A. Kelman: «Ecology of the Soft Rot Erwinias», Ann.Rev. Phytopathol. 18:361-387, 1980.Pérombelon, M. C. M.: «Potato Blackleg: Epidemiology, Host-PathogenInteraction and Control», Netherlands Journal of Plant Pathology92:135-146, 1992.––––: «Potato Blackleg: Progress and Prospects for Research»,1993,http://www.Spud.co.uk/external/Prof/research.htm (consultado 2/2004).––––: «Potato Diseases Caused by Soft Rot Erwinias: an Overview ofPathogenesis», Plant Pathol. 51:1-12, 2002.Toth, I. K.; L. J. Hyman; P. L. Toth: «A Study of Diversity Within Erwiniacarotovora subspecies atroseptica», 2002, http//www.scri.sari.ac.uk/SCRI/nmsruntime/saveasadialog.Asp?IID=858&SID=1395 (consultado1/2004).fitosanidad/47

FITOSANIDAD vol. 8, no. 4, diciembre 2004EVALUACIÓN DE TRAMPAS ENGOMADAS PARA DETERMINARPREFERENCIAS DE COLOR Y ALTURA EN THRIPS PALMI KARNY(THYSANOPTERA: THRIPIDAE) EN PAPASantiago F. Jiménez Jiménez, Isbel Díaz Torres y Dinorah López AlfonsoInstituto de Investigaciones de Sanidad Vegetal. Calle 110 no. 514 e/ 5a. B y 5a. F, Playa,Ciudad de La Habana, CP 11600RESUMENLas especies del género Thrips se caracterizan por sus pequeñasdimensiones, lo que constituye una dificultad para su detección y unalimitante para su monitoreo. Un procedimiento conocido y que contribuyea este fin lo constituye el uso de las trampas de colores, ampliamenterecomendadas en la agricultura; sin embargo, los informessobre sus resultados son contradictorios, y las referencias sobre loscolores que se han utilizado no están comúnmente tipificadas por unpatrón que sirva de base para constatar su identidad. Es por ello lanecesidad de dilucidar posibles colores que han de utilizarse para ladetección y captura de Thrips palmi (Karny) en el cultivo de la papa. Eltrabajo se desarrolló en áreas de la División Experimental del INISAV,en Alquízar, La Habana, en el período de desarrollo de una plantaciónde papa (noviembre a marzo). Se ensayaron trampas de cuatro colores:azul, blanco, amarillo y gris, plasticadas, engomadas y colocadasa 30 y 50 cm de altura sobre el suelo, en las que periódicamentese determinó el número de individuos adultos de T. palmi capturados.Las trampas azules a 30 cm de altura resultaron ser significativamentemás atrayentes que el resto de las combinaciones color-altura ensayadas.Palabras clave: detección, monitoreo, papa, Thrips palmi, trampasengomadasABSTRACTThe insect species of the genus Thrips are characterized for theirsmall size, which constitutes a difficulty for their detection and a limitfor monitoring them. A well-known procedure that contributes to thispurpose is the use of colors traps, which is widely recommended inthe agriculture; nevertheless, the reports on its results arecontradictory and the references on the colors that have been usedare not commonly typified by a pattern that serves as base to state theidentity of the same ones. For this reason possible colors to besuccessful for detection and capture of Thrips palmi (Karny) in potatocrop were tested. The experimente was developed in areas of theExperimental Division of Plant Health Reseach Institute (INISAV), inAlquízar, Havana, during a potato growing season (November toMarch). Sticky traps with plates of blue, white, yellow and gray colorswere covered with plastic and glued before placing at 30 and 50 cm ofheight above soil surface. The number of adult individuals of T. palmicaptured was periodically counted. The blue plate traps, placed at 30cm of height, turned out to be significantly more attractive than therest of the combinations color-height treatment testedKey words: detection, monitoring, potato crop, Thrips palmi, stickytrapsINTRODUCCIÓNLa utilización de trampas entomológicas para la capturade trips es común en numerosos estudios [Yudin et al.,1987; Brodsgaard, 1989; Cárdenas y Corredor, 1989a, b;Fernández y Lucena, 1990; Kawai, 1990; Vernon yGuillespie, 1990; Torres et al., 1990; Prado, 1991;Medina et al., 1994; Salas y Mendoza, 1996; Rodríguezy Vázquez, 2000]; sin embargo, estos reportes son contradictorios,y las referencias sobre los colores utilizadosen esos estudios no están tipificadas por un patrón quesirva de base para constatar su identidad, lo que dificultala repetición y comprobación de los experimentos[Medina et al., 1994].La mayoría de los insectos fitófagos se caracterizan poruna respuesta positiva frente a los pigmentos amarillos;no obstante, en los géneros y especies de Thysanoptera laatracción del color es variable [Walker, 1974]. En estudiosde fauna de trips en trigo de invierno donde se utilizarontrampas de agua coloreadas, Andjus et al. (2001)hallaron que la mayoría de los especímenes fueron capturadosen las trampas azules, seguidas por las amarillas,mientras que las blancas y rojas capturaron un númerosignificativamente menor. En un estudio sobre la atracciónde tres especies de trips por trampas pegajosas decolores amarillo, blanco y azul, Hoddle et al. (2002) obtuvieronlos mejores resultados con las azules. Para laespecie T. palmi Karny, los reportes encontrados señalanlos colores blanco y azul como los más atractivos[Yamamoto et al., 1981; Kitakata y Yoshida, 1982; Kawai,1983, 1990; Kawai y Kitamura, 1987].En el presente estudio se propuso dilucidar los colores másatrayentes, entre los utilizados para esta especie de trips,así como la mejor altura para colocar trampas pegajosasen campos de cultivo de papa.fitosanidad/49

Jiménez y otrosMATERIALES Y MÉTODOSEl trabajo se desarrolló en la División Experimental delInstituto de Investigaciones de Sanidad Vegetal enAlquízar, La Habana, durante el transcurso de unaplantación de papa (noviembre a marzo) y en un áreade 1 500 m².Se colocaron trampas para la captura de T. palmi consistentesen tarjetas de 7,5 x 11,5 cm, plasticadas y encoladascon goma entomológica por una de sus caras. Fueronutilizadas ocho trampas de cada color (un total de 32),las cuales eran revisadas y remplazadas semanalmente.Para sostenerlas en posición vertical se emplearon soportesmetálicos de 30 y 50 cm de altura que se ubicaron enlos cuatro puntos cardinales, y cada uno portaba unatrampa de cada color.Se utilizaron cuatro colores que fueron medidos previamentecon un espectrofotómetro Color-Guide 45/0 de lafirma BYK Gardner. El sistema de color utilizado fue elCIELab, y los resultados de la medición se exponen en laTabla 1. El equipo cumple con las normas ISO 7724,ASTM D2244.Tabla 1. Colores utilizados en las trampas entomológicasy parámetros que los caracterizan según el sistema CIELabColor Parámetros Iluminante/observadorAmarillo L* = 82.45; a* = –8,04; b* = 37,85 D 65/10ºAzul L* = 68,90; a* = –20,3; b* = –12,53 D 65/10ºBlanco L* = 86,86; a* = 0,12; b* = 3,96 D 65/10ºGris L* = 67,67; a* = –3,05; b* = –2,78 D 65/10ºL* = Luminancia a* = Distancia horizontal en el eje x b* = Distancia horizontal en el eje y.Se utilizó el programa Statistica 5.0 para los análisis estadísticos.A los datos se les realizó análisis de varianza y testde Duncan, con un nivel de significación p = 0,05 para elefecto del color, la altura y la interacción entre las variables.RESULTADOS Y DISCUSIÓNDe los cuatro colores ensayados, la mayor atracción sobreT. palmi fue ejercida por el color azul (Tabla 2). Yamamotoet al. (1981), Kitakata y Yoshida (1982) y Kawai (1983),también reportan este color como atractivo para T. palmi,aunque igualmente refieren el color blanco como atrayentepara la especie; sin embargo, estos dos colores no siempreson atractivos para los insectos, los cuales son repelidoscuando reflejan la luz ultravioleta (UV). Kawai(1990) encontró que T. palmi era atraído por tonalidadesde azul y blanco que absorbían las longitudes de ondadel espectro del UV, y repelido por las que las reflejaban.También North y Shelton (1986) y Yudin et al. (1987)han referido al color blanco, que absorbe la luz UV, comoatractivo para los trips.Tabla 2. Atracción de las trampas sobre adultos de T. palmi considerandoel color, dentro de la parcela de papaColor N x Suma Log (x+1) S S 2 S xAmarillo 40 22,225b 111,647 2,791 0,893 0,797 0,14Azul 40 58,050a 141,152 3,529 1,036 1,072 0,16Blanco 40 21,400b 114,913 2,873 0,700 0,490 0,11Gris 40 18,400b 110,171 2,754 0,686 0,470 0,10Total 160 30,018 477,882 2,987 0,891 0,795 0,07Test de Newman-Keuls, p < 0,05.El color amarillo, que es ampliamente utilizado en la agriculturacomo atrayente en diversos tipos de trampasentomológicas, no ejerció gran atracción sobre los individuosde T. palmi en este trabajo. Otras especies de trips,como Frankliniella occidentalis (Perg.) son atraídas poreste color [Medina et al., 1994]; sin embargo, estos mismosautores plantean que la efectividad de estas trampaspuede verse disminuida cuando no son colocadas en losfocos de la plaga, lo cual resulta una limitante para eltrabajo con este color.De las dos alturas seleccionadas para evaluar el efecto queejercían sobre la captura de trips, pudo determinarse quela menor (30 cm) logró actuar de modo significativamenteatrayente sobre los individuos de la especie (Tabla 3).50/fitosanidad

Evaluación de trampas engomadas....Tabla 3. Atracción de las trampas sobre adultos de T. palmiconsiderando la altura, dentro de la parcela de papaAltura (cm) N X Log (x) N Suma S S 230 80 39,67a 3,260 80 260,835 0,848 0,71950 80 20,36b 2,713 80 217,048 0,854 0,729Total 160 60,03 2,987 160 477,882 0,891 0,795Test de Newman-Keuls, p < 0,05.Rodríguez y Vázquez (2000) no encontraron diferenciassignificativas entre dos alturas ensayadas (20 y 40 cm)para la captura de T. tabaci Lindeman en un cultivo decebollino. Ambas resultaron ser igualmente atrayentes yrecomendables por estar cercanas a la altura del cultivotrabajado. Andjus et al. (2001) capturaron el número másgrande de trips en las trampas de agua a una altura de60 cm, con menos de la mitad a 30 cm, incluso menos a90 cm, y el menor en trampas colocadas sobre la tierra.Pearsall (2002), en su trabajo en huertos de nectarina,halló que el número de trips en vuelo capturados de latrampa pegajosa disminuyó con la altura desde el suelo.En este ensayo las trampas de menor altura se encontrabanmás próximas al follaje de las plantas de papa, demodo que la cercanía a la zona de actividad común delos adultos de T. palmi hacía que existiera una mayor probabilidadde ser capturados. Es por ello que la altura delos soportes ha de tomarse en relación con las dimensionesde la planta, a fin de garantizar que las trampas quedena una altura ligeramente superior a la del cultivo.Para lograr una mayor captura de F. occidentalis, Medinaet al. (1994) tomaron esto en cuenta al colocar las trampasa 10 o 15 cm por encima del cogollo terminal de lasplantas de pompón.De modo general, la combinación color-altura que mayorefectividad tuvo en la atracción de T. palmi fue la de colorazul a 30 cm de altura. Como se aprecia en la Tabla 4,al analizar la interacción entre las variables, este arreglofue el que atrajo mayor cantidad de insectos de la especie,y difirió significativamente del resto de las combinaciones.Este resultado está en concordancia con lo obtenidopara cada variable independientemente.Tabla 4. Atracción de las trampas sobre adultos de T. palmi en la interaccióncolor-alturaInteracción N x Log (x+1) Suma S S 2 S xAzul-50cm 20 36,750b 3,220 64,399 1,010 1,019 0,23Azul-30cm 20 79,350a 3,838 76,753 0,990 0,981 0,22Gris-50cm 20 14,800b 2,575 51,498 0,691 0,477 0,15Gris-30cm 20 22,000b 2,934 58,673 0,649 0,421 0,15Amarilla-50cm 20 13,850b 2,437 48,743 0,869 0,756 0,19Amarilla-30cm 20 30,600b 3,145 62,904 0,785 0,616 0,18Blanca-50cm 20 16,050b 2,620 52,409 0,630 0,397 0,14Blanca-30cm 20 26,750b 3,125 62,504 0,689 0,475 0,15Total 160 30,019 2,987 477,882 0,891 0,795 0,20Test de Newman-Keuls, p < 0,05.CONCLUSIONES• T. palmi es atraído de modo significativo por tarjetasengomadas de color azul (L* = 68,90; a* = –20,3;b* = –12,53) colocadas a 30 cm de altura del suelo,sobre soportes en posición vertical.• El empleo de estas trampas resulta efectivo para ladetección y el monitoreo de esta plaga en el cultivo dela papa.REFERENCIASAndjus, Ljiljana; Radoslava Spasic; Milenko Dopudja: «Thrips fromColoured Water Traps in Serbian Wheat Fields», Thrips andTospoviruses, Proceedings of the 7th International Symposium onThysanoptera (2-7 July, 2001, Reggio Calabria, Italy), 2001, pp.345-350.Brodsgaard, H. F.: «Coloured Sticky Traps for Frankliniella occidentalis(Thysanoptera: Thripidae) in Glasshouses», J. App. Entomol.107:136-140, 1989.fitosanidad/51

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FITOSANIDAD vol. 8, no. 4, diciembre 2004PERSISTENCIA DE BEAUVERIA BASSIANA (BÁLSAMO)VUILLEMIN EN LAS HOJAS DE LA CAÑA DE AZÚCAR(SACCHARUM SP. HÍBRIDO)María E. Estrada y J. GuelmesInstituto Nacional de Investigaciones de la Caña de Azúcar. Carretera CAI Martínez Prieto Km 2½,Boyeros, Ciudad de La Habana, CP 19390, Fax: (53-7) 260 2571, c.e.: meem@inica.edu.cuRESUMENLa persistencia de Beauveria bassiana (bálsamo) Vuillemin en lashojas de la caña de azúcar (Saccharum sp. híbrido) se determinó encondiciones experimentales. Se realizó una aspersión foliar de unasuspensión a una concentración de 6 x 10 7 conidios/mL sobre plantasde caña de azúcar sometidas a la luz y a la sombra. Durante seisdías fue registrada la intensidad luminosa desde las seis y media dela mañana hasta las ocho y media de la noche mediante un luxómetro,y cada 24 h se tomaron al azar muestras de hojas de 10 cm delongitud, las que se colocaron en tubos de ensayo que contenían 10 mLde agua destilada estéril con Tween 80 al 0,02%. El contenido fuesembrado por el método de las diluciones seriadas (10 –4 , 10 –5 y 10 –6 )en placas Petri con medio de cultivo sabouraud glucosa agar suplementadocon cloranfenicol al 0,5%. Posteriormente las placas fueronincubadas a 25 o C durante cinco días, al cabo de los cuales se realizóel conteo del número de unidades formadoras de colonias (UFC).Para normalizar la distribución de los datos se utilizó la transformaciónlog x, y posteriormente se realizó un análisis de regresión linealsimple entre el número de UFC y el tiempo. Los resultados demostraronque las UFC del aislamiento de B. bassiana estudiados permanecenviables solo durante 48 h en las hojas de la caña de azúcarexpuestas a las condiciones de luz.Palabras clave: Beauveria bassiana, caña de azúcar, Saccharum sp.,lucha biológica.ABSTRACTThe persistence of Beauveria bassiana (balsamo) Vuillemin on sugarcane (Saccharum sp. hibrido) leaves was determined under experimentalconditions. A foliar aspersion of 6 x 10 7 conidia/ml suspensionwas realized on plants submitted to light and shade. Luminous intensitywas measured daily with a photometer, from 6:30 before noon to 8:30past noon for six days, and 10 cm long samples of leaves were took atrandom every 24 hours, they were placed in test tubes with 10 ml ofsterile distilled water with 0.02% Tween 80. The liquid was sowed, byserial dilutions method (10 –4 , 10 –5 and 10 –6 ) in Petri dishes withSabouraud Glucose Agar supplemented with 0.5% clorafenicol. Disheswere incubated later at 25 o C for five days, after then the number ofForming Colonies Units (FCU) was counted. Data were transformedto log X and evaluated by simple linear regression between the numberof FCU and time. Results demonstrated that UFC of B. bassiana isolatestudied, remains viable only 48 hours in sugar cane leaves exposedat light conditions.Key words: Beauveria bassiana, sugar cane, Saccharum, biologicalcontrol.INTRODUCCIÓNBeauveria bassiana (bálsamo) Vuillemin se utiliza en Cubapara el control biológico de Diatraea saccharalis (Fabricius)(Lepidoptera: Cambridae), y la efectividad de sus aplicacionesfoliares en la caña de azúcar (Saccharum sp. híbrido)ha sido determinada por Estrada et al. en 1997; sinembargo, aún se desconoce su persistencia en las hojas dela planta.Diferentes autores han estudiado la persistencia de loshifomicetos entomopatógenos en el follaje vegetal. Así,Gadner et al. (1977) determinaron que las precipitacionesreducen la actividad patogénica de Nomuraea rileyi(Farlow) Samson sobre las larvas de Spodoptera frugiperda(J. E. Smith) en el follaje de la soja (Glycine max L. Merr),ya que «lavan» las hojas y disminuye la concentración deconidios en esta parte del vegetal. Por su parte, Inglis etal. (1995a) analizaron la persistencia de B. bassiana enlas hojas de alfalfa (Medicago sativa L.) y del trigo (Triticumaestivum L.), y demostraron que la lluvia disminuye laconcentración de conidios, además de influir el tipo defollaje en la retención de los conidios en la planta.La persistencia de los hifomicetos entomopatógenos enlas hojas está altamente influida por las radiaciones solares.De acuerdo con lo obtenido por Daoust y Pereira(1986), las radiaciones ultravioletas tienen un efecto negativoen la persistencia de los conidios de B. bassiana enlas hojas del caupi (Vigna unguiculata L. Walp). Las radiacionessolares correspondientes a 320 nm presentanun marcado efecto negativo en los conidios de Metarhiziumfitosanidad/53

Estrada y Guelmesflavoviridae Gams & Rozsypal que no están protegidos pordiferentes formulaciones [Moore et al., 1993]. TambiénInglis et al. (2000) evidenciaron que la formulación conidialinfluye en la persistencia de B. bassiana en las hojas de lapapa (Solanum tuberosum L.), ya que protege a los conidiosde las radiaciones solares y de la desecación. Por su parte,Braga et al. (2001) determinaron que el tiempo y la dosisde exposición a las radiaciones UV-B disminuyen proporcionalmentela germinación de diferentes cepas deMetarhizium anisopliae (Metsch.) Sorokin y de M. flavoviridae.El objetivo de este trabajo fue determinar la persistenciade B. bassiana en las hojas de la caña de azúcar, aspectoimportante a tener en cuenta para establecer una estrategiade aplicación del hifomiceto en la lucha biológica contraD. saccharalis.MATERIALES Y MÉTODOSEl experimento se desarrolló en las áreas verdes a cieloabierto, del Instituto Nacional de Investigaciones de laCaña de Azúcar. Para su ejecución se tomaron 26 tanquesmetálicos de 40 cm de diámetro y 74 cm de alturacon suelo ferralítico rojo típico (no tratado), en los cualesse plantaron dos trozos de una yema de la variedad decaña B77-418.Se realizaron dos tratamientos: B. bassiana a la luz ydos a la sombra. Las condiciones de sombra se crearoncon tejas de cartón de 1 x 2 m colocadas encima de lostanques sobre cuatro estacas de madera. Las condicionesde luz no presentaron tejas de cartón. Se utilizaron13 tanques por tratamientos, y las plantas crecidas fueronasperjadas con una suspensión de concentración de6 x 10 7 conidios/mL del aislamiento 3 de B. bassiana, segúnprocedimiento de Alves et al. (1984).La intensidad de la luz se registró con un luxómetrodiariamente, durante seis días (desde las seis y media dela mañana hasta las ocho y media de la noche), y cada24 h se tomaron, al azar, muestras de hojas de 10 cm delongitud, las que se colocaron en tubos de ensayo con10 mL de agua destilada estéril con Tween 80’ al 0,02%.Estos tubos fueron agitados en una zaranda reciprocantedurante 3 min y 1 mL de su contenido fue sembrado,por el método de las diluciones seriadas (10 –4 , 10 –5 y10 –6 ) [Silva et al., 1981], en placas Petri de 100 x 15 cmque contenían medio de cultivo sabouraud glucosa agarsuplementado con clorafenicol al 0,5%. El antibióticofue añadido para inhibir el crecimiento de otros microorganismos,y así evitar errores en el conteo del número deunidades formadoras de colonias (UFC) del hifomiceto.Posteriormente las placas fueron incubadas a 25 o C durantecinco días, al cabo de los cuales se realizó el conteodel número de UFC por tratamientos según Silva et al.(1981).Los datos se transformaron a log x y fueron analizadospor regresión lineal simple entre el número de unidadesformadoras de colonias y el tiempo [Statitcf, 1988].RESULTADOS Y DISCUSIÓNLos valores de la intensidad de la luz registrados cadauna hora en las plantas situadas a la luz y a la sombra semuestran en la Fig. 1. En las condiciones experimentales,los mayores valores de intensidad luminosa se registraronentre las diez y media de la mañana y las dos y media dela tarde.Figura 1. Intensidad de luz sobre las hojas de caña deazúcar en condiciones de luz y de sombra.54/fitosanidad

Persistencia de Beauveria bassiana......Los resultados sobre la persistencia del número de UFCde B. bassiana presentes en las hojas de la caña de azúcar,bajo condiciones de luz y de sombra, aparecen en laFig. 2. Como se aprecia, el número de UFC disminuyecon el tiempo para ambas condiciones, lo que significaque las radiaciones solares no constituyen el único factorclimático del ambiente que la provoca. En este sentido,Fargues et al. (1988) demostraron que la temperatura yla humedad de las hojas pueden intervenir en la persistenciade los conidios de los hifomicetos entomopatógenosen esta parte de la planta.Aunque en las condiciones de trabajo solamente se midióla intensidad luminosa, este no fue el único factor delambiente que influyó en la persistencia del número deUFC del aislamiento de B. bassiana aplicado en las hojasde la caña de azúcar, porque este número disminuyó enel tiempo para las condiciones de luz y de sombra. En lamisma Fig. 2 se observa que a las 72 h solo existieronUFC de B. bassiana en las condiciones de sombra, lo queexplica que el tiempo de exposición directa a las radiacionessolares influyó en el desarrollo del hifomiceto en lashojas de la caña de azúcar. Estos resultados coincidencon lo obtenido por Inglis et al. (1995b), quienes demostraronque el 99,7% de la viabilidad de los conidios deB. bassiana en las hojas del trigo también disminuye luegode permanecer 60 min expuestos a las radiaciones solares.De igual forma, Diodato y Dos Santos (1998) analizaronel efecto de la luz ultravioleta en el crecimientomicelial de B. bassiana y observaron que la mejor tasa decrecimiento fue obtenida solo cuando el hifomiceto estuvoexpuesto durante un minuto a la luz ultravioleta y nodurante más tiempo.En las hojas de la caña de azúcar, Alves et al., en 1984,distinguieron que la viabilidad de los conidios de M. anisopliaeexpuestos a las radiaciones solares también disminuyeen función de la posición que ocupan losconidios en las hojas de la planta. Estos investigadoresdeterminaron que a las 120 h no existe viabilidad delos conidios en la punta y la lámina de las hojas, mientrasque en la vaina esto ocurre a las 240 h después dehaber aplicado el hifomiceto. De igual forma, Ribeiroet al. (1992) estudiaron la persistencia de M. anisopliaeen las hojas de la caña de azúcar, y determinaron quela viabilidad de los conidios varía considerablementeen función de la posición de la hoja tratada con elhifomiceto.Figura 2. Número de UFC de Beauveria bassiana (báls.) Vuill.en las hojas de la caña de azúcar en condiciones de luz y desombra.fitosanidad/55

Estrada y GuelmesDiversos investigadores han demostrado los diferentesmecanismos por los cuales la luz solar disminuye el númerode UFC de los hongos entomopatógenos en las hojasde las plantas. Así, Carruthers et al. (1988) demostraronque los conidios de Entomophaga grylli (Fresenius)expuestos a altas intensidades luminosas presentan dañosen su estructura intracelular, como la pérdida de lasvacuolas, del núcleo, así como la lisis de la pared celular.Por su parte, Moore et al. (1996) mostraron que lainteracción entre la temperatura y la luz solar provocanalteraciones genéticas irreversibles, como daños en losnucleótidos y en la replicación de la molécula de ADN(ácido desoxirribonucleico) de los hifomicetosentomopatógenos. También Vega et al. (1997) evidenciaronque la persistencia de Paecilomyces fumosoroseus Brown& Smith en las hojas de las plantas puede estar limitadapor diferentes aleloquímicos como el ácido catecol, ácidoclorogénico, ácido gálico, ácido salicílico y el ácido tánico,que inhiben el crecimiento y la germinación de las esporasdel hifomiceto.CONCLUSIONES• Las UFC del aislamiento de B. bassiana, expuestas directae indirectamente a las radiaciones solares, solopermanecen viables durante 48 y 72 h respectivamenteen las hojas de la caña de azúcar.REFERENCIASAlves, S. B; S. S. Neto; M. L. Hadad: «Capacidade de sobrevivencia doMetarhizium anisopliae (Metsch.) Sorok. (isolade Ea) sobre canade-açúcar,nas condicões de campo», Revista O Solo 76 (1):39-42,1984.Braga, G.; S. D. Flint; C. D. Miller; A. J. Anderson; D. W. Roberts:«Variability in Response to UV-B Among Species and Strains ofMetarhizium isolated from Sites at Latitudes from 61 o N to 54 o S»,Journal of Invertebrate Pathology 78:98-108, 2001.Carruthers, R. I.; Z. Feng; M. E. Ramos; R. Soper: «The Effect of SolarRadiation on the Surviral of Entomophaga grylli (Entomophthorales:Entomophthoracta) Conidia», Journal of Invertebrate Pathology52:154-162, 1988.Diodato, M. A.; H. R. Dos Santos: «Crescimento miceial e diámetros dascolônias de Beauveria bassiana (Linhagem SNLT), quando sometidosa diferentes fotoperíodos e à luz ultravioleta», Revista CienciaRural 18 (3):61-66, 1998.Daoust, R. A.; R. M. Pereira: «Stability of Entomopathogenic FungiBeauveria bassiana and Metarhizium anisopliae on Beetle-AtractingTubers and Cowpea Foliage in Brazil», Enviromental Entomology15:1232-1243, 1968.Estrada, M. E.; M. Romero; M. J. Rivera; J. Guelmes: «Aplicación deBeauveria bassiana (báls.) Vuill. en la lucha biológica contra Diatraeasaccharalis (Fabricius)», Revista Caña de Azúcar del Fondo Nacionalde Investigaciones Agropecuarias de Venezuela 23:12-19, 1997.Fargues, J.; M. Rougier; R. Goujet; B. Itier: «Effet du rayonnementsolaire sur la persistance des conidiospores de l’hyphomycèteentomopathogène Nomuraea rileyi, à la surface d’un couvertvégétal», Entomophaga 33 (3):357-370, 1988.Gadner, W. A.; R. M. Sutton; R. Noblet: «Persistence of Beauveriabassiana, Nomuraea rileyi, and Nosema necatrix on SoybeanFoliage», Environmental Entomology 6 (5):616-618, 1977.Inglis, G. D.; D. L. Jonson; M. S. Goettel: «Effects of Simulated Rain onthe Persistence of Beauveria bassiana on Leaves of Alfalfa andWheat», Biocontrol Science Technology 5:365-369, 1995a.––––: «Influence of Ultravioolet Ligh Protectants on Persistence of theEntomopathogenicfungus Beauveria bassiana», Biological Control5:581-590, 1995b.Inglis, G. D.; T. J. Ivie; G. M. Duke; M. S. Goettel: «Influence of Rain andConidial Formulation on Persistence of Beauveria bassiana on PotatoLeaves and Colorado Potato Beetle Larvae», Biological Control 18:55-64, 2000.Moore, D.; P. D. Bridge; P. M. Aiggins; R. P. Bateman; C. Prior: «Ultra-Violet Radiation Damage to Metarhizium flavoviridae Conidia and theProtection Given by Vegetable and Mineral Oils and ChemicalSunscreens», Annual Applied Biology 122:605-616, 1993.Moore, D.; P. M. Higgins; C. J. Lomer: «Effects of Simulated and NaturalSunlight on the Germination of Conidia Metarhizium flavoviridae Gamsand Rozypal and Interactions with Temperature», Biocontrol Scienceand Technology 6:63-76, 1996.Ribeiro, S. M. A.; E. A. de L. Alves-Lima; W. T. G. de Assunção:«Sobrevivência de Metarhizium anisopliae (Metsch.) Sorokin(Linhagem PL 43) em folhas de cana-de-açúcar», Anais da SociedadeEntomológica do Brasil, ano 21, 2:59-67, 1992.Silva, J. M.; Z. R. Penabad; T. R. Flores; G. G. Rivera: Manual prácticode microbiología, Ed. Pueblo y Educación, La Habana, 1981.Statitcf, versión 4.0, 1988.Vega, F. E.; P. F. Dowd; M. R. McGuire; M. A. Jackson; T. C. Nelson: «InVitro Effects of Secondary Plant Compounds on Germination ofBlastospores of the Entomopathogenic Fungus Paecilomycesfumosoroseus (Deuteromycotina: Hyphomycetes)», Journal ofInvertebrate Pathology 70:209-213, 1997.56/fitosanidad

FITOSANIDAD vol. 8, no. 4, diciembre 2004Control biológicoUSO DE EXTRACTOS ACUOSOS DE NIM, AZADIRACHTAINDICA A. JUSS, EN LA OVIPOSICIÓN DE LA MOSCAMEXICANA DE LA FRUTA ANASTREPHA LUDENS LOEW(DIPTERA: TEPHRITIDAE) EN NARANJA VALENCIAAlberto J. Valencia-Botín, 1 Néstor Bautista-Martínez 2 y José A. López-Buenfil 31Instituto de Recursos Genéticos y Productividad, Programa de Producción de Semillas. CarreteraMéxico-Texcoco, Km 36.5, CP. 56230, Teléf. 52 595 95 20200, Fax 52 595 95 20262, Montecillo,México, c.e.: valencia@colpos.mx2Programa de Entomología y Acarología. Instituto de Fitosanidad. Colegio de Postgraduados, (CP)56230, Montecillo, México.3Dirección General de Sanidad Vegetal. Departamento de Supervisión Técnica Región CentroPacífico. Guillermo Pérez Valenzuela no. 127, Col. Del Carmen, Coyoacán, 04100, México D.F.RESUMENEl nim Azadirachta indica A. Juss es una planta útil en el controlalternativo de insectos fitófagos. Se llevó a cabo un experimento encondiciones controladas en Montecillo, estado de México, para determinarel efecto de los tratamientos de extractos acuosos de nim al3 y 5%, y aceite de nim Neemix al 4,5% sobre la oviposición de lamosca de la fruta. Los tratamientos se evaluaron bajo un diseñocompletamente al azar con tres repeticiones. Se encontró que todoslos tratamientos provocaron repelencia en la oviposición de las moscasde la fruta, Anastrepha ludens Loew, y que el nim puede serincorporado dentro de las estrategias de manejo integrado de plagasen cítricos.Palabras clave: Anastrepha ludens, Azadirachta indica, cítricos, nim.ABSTRACTNeem Azadirachta indica A. Juss, is a useful plant in the alternativecontrol of insects pests. An experiment was carried out to determinethe effect of aqueous neem extracts to 3 and 5% and neem oil Neemix4.5% on the oviposition of mexican fruit fly in controlled conditions.The treatments were evaluated in a ramdomly design with threerepetitions. The repelency was reported in the oviposición of the fruitfly Anastrepha ludens Loew in all treatments, and it is suggested thatneem can be incorpored within the strategies of integrated pestmanagement in citruses.Key words: Anastrepha ludens, Azadirachta indica, citrics, neem.INTRODUCCIÓNLas moscas de la fruta (Tephritidae: Diptera) son una delas plagas que más han afectado a la fruticultura en México[Valencia-Botín, 2000]. Se han reportado pérdidas dehasta 10% en cítricos y 30% en mango [Barrios, 1969;Anónimo, 1982; Aluja, 1994]. De las 4 000 especies deTephritidae reportadas a nivel mundial, en México se hanregistrado alrededor de cien especies, 29 de ellas correspondena moscas de la fruta del género Anastrepha, de lascuales A. oblicua, A. serpentina, A. striata y A. ludens presentanmayor importancia económica debido a su ampliadistribución, incidencia y por el rango de hospedantesque afectan [Barrios, 1969; Valencia-Botín, 2000].La mayoría de las técnicas de control de la mosca de lafruta han sido orientadas al uso de sustancias químicas.Debido a la necesidad de contar con métodos alternativosy sin efectos negativos sobre el ambiente, se hanimplementado métodos de manejo integrado; sin embargo,su aplicación en México aún continúa en desarrollo[Aluja, 1994]. De acuerdo con Perales (1995), el manejointegrado con sustancias vegetales y medidas de tipo culturalconstituye una opción prometedora para el controlde moscas de la fruta.El nim (Azadirachta indica A. Juss) ha tomado gran importanciaen el manejo agrícola debido a que se consideracomo una excelente alternativa para el control de variasplagas fitófagas [Schmutterer, 1988, 1990; Isman et al.,1991; Mordue y Blackwell, 1993; Abudulai et al., 2003].Esta planta presenta un crecimiento rápido, una alta capacidadde rebrote y se puede además utilizar como cercaviva, como madera para leña, en la agricultura comofertilizante orgánico, en reforestación o como ornamental[Rodríguez y Rodríguez, 1994].El nim es una planta que posee varias propiedades comoinsecticida natural, medicinales, veterinarias e industriales.Los modos de acción incluyen antialimentarios, hor-fitosanidad/57

Valencia-Botín y otrosmonales, reguladores del crecimiento, acaricidas,nematicidas y repelentes, los cuales actúan desde el estadode larva hasta adulto, dependiendo de la plaga que setrate [Ahmed y Grainge, 1986; Schmutterer, 1990; NacionalResearch Council, 1992].Esta planta posee tres sustancias (azadiractina, nimbinay salanina), cuya acción no es la de matar la plaga, sinoafectar diferentes funciones y formas de comportamiento[Reyes y Del Real, 1998]. La eficacia de estas sustancias,y en especial de la azadiractina así como su modo deacción, ha sido extensivamente demostrado en insectosde los órdenes Lepidoptera y Orthoptera [Ladd et al.,1978; Schmutterer, 1990; Isman, 1993]; pero poco seconoce sobre el efecto de la azadiractina en insectos delorden Diptera, por lo que, con la intención de aportarnuevos elementos en el manejo integrado de la mosca dela fruta A. ludens Loew en Citrus sinensis L., se propuso elobjetivo de determinar el efecto repelente de extractosacuosos de nim Azadirachta indica A. Juss, 3 y 5%, y delaceite de nim Neemix sobre al oviposición de la moscamexicana de la fruta, Anastrepha ludens Loew.MATERIALES Y MÉTODOSEl experimento se llevó a cabo en el insectario del Programade Entomología y Acarología del Colegio dePostgraduados ubicado en Montecillo, estado de México,durante el verano del 2000. Se pesaron 30 y 50 g desemillas de nim (Azadirachta indica A. Juss) proporcionadaspor el Colegio de Postgraduados, Campus Veracruz,y se colocaron en recipientes de plástico que contenían 1 Lde agua destilada y se dejaron en reposo y oscuridad por24 h. Posteriormente las semillas se licuaron y se obtuvieronlos extractos por filtración en malla de tul. Seasperjaron un total de 60 frutos cv. Valencia con un aspersormanual de 0,5 L hasta el escurrimiento. Una vezaplicado el tratamiento de nim, se liberaron 100 moscashembras fertilizadas, cuya alimentación se llevó a cabosegún el método que se ha utilizado para la cría convencionalde A. ludens:Adultos. Se mezclaron tres partes de azúcar convencionaly una parte de proteína hidrolizada.Huevecillos y larvas. La dieta contiene zanahoria 50 g,levadura de cerveza 35 g, azúcar 50 g, olote molido 75 g,agua 0,5 L, ácido clorhídrico 5 mL, benzoato de sodio 1 g,metil parabel 1 g.Establecimiento de ensayos. Se utilizaron jaulas cuadrangularesde 4 m 2 cubiertas con malla semitransparente paraevitar el escape de las moscas. El experimento se llevó acabo bajo condiciones controladas de 25ºC de temperaturay 70% de humedad relativa. Dentro de la jaula secolocaron cuatro tubos metálicos a una distancia de separaciónde 60 cm, y cada 20 cm se colocó un hilo de 1 mde largo que sostuvo un fruto. Por cada tubo se colocaroncinco frutos.El experimento se llevó a cabo en un diseño completamenteal azar con tres repeticiones por tratamiento. El áreaexperimental fue una jaula de 4 m 2 y se tomó un frutocomo unidad experimental. Los tratamientos fueron:T1: aspersión de frutos de naranja con extracto de nim 3%.T2: aspersión de frutos de naranja con extracto de nim 5%.T3: aspersión de frutos de naranja con aceite de nimNeemix a una dosis comercial de 4,5%.T4: testigo, en el cual los frutos solamente se asperjaroncon agua destilada estéril.Se midió la variable número de larvas promedio por tratamientocontabilizadas ocho días después de la aspersiónde nim. Para este fin se disectaron cinco frutos portratamiento. En caso de encontrarse significación entretratamientos, se aplicó una prueba de Tukey con un alphade 0,05 [SAS Institute, 1988].RESULTADOS Y DISCUSIÓNEfecto de repelencia en la oviposición de Anastrepha ludens L.Se encontró que todos los tratamientos a base de nimprovocaron repelencia en la oviposición de A. ludens, puesestadísticamente se ubicaron en un solo grupo (Tabla 1).Tabla 1. Número de larvas por tratamientoen naranja valenciaTratamientoNúmero promediode larvas por tratamientoT1 (nim al 3%)3bT2 (nim al 5%)0bT3 (Neemix 4,5%)0bT4 (testigo)26aValores de las medias con la misma letra, dentro de column as,son iguales de acuerdo con la prueba de Tukey con α= 0,05.58/fitosanidad

Uso de extractos acuosos...En el tratamiento de nim 3% (T1) se encontraron treslarvas en los frutos, pero no fue significativamente diferentecon los otros tratamientos de nim. No se encontróliteratura que haya reportado el uso de esta concentración,donde se observaran efectos repelentes contra plagasde insectos; pero al no encontrarse diferencias significativascon los otros dos tratamientos se consideró queprovocó un efecto repelente en la oviposición de A. ludens.Para el T2 no se encontraron larvas, por lo que se concluyóque también causó repelencia en la oviposición de lamosca de la fruta en cítricos. En parte estos resultados noconcuerdan con Catarino y De la Rosa (1998), quienesobservaron baja mortalidad en las larvas al realizar aplicacionesde extracto acuoso de nim al 5% para el controldel minador de los cítricos; sin embargo, esta diferenciaconfirma que el nim a esta dosis causa únicamente unefecto repelente en la oviposición de A. ludens en naranja.Por lo tanto, como afirman Bautista et al. (1998) yPerales (1995), los extractos acuosos de nim son recomendablesen las diversas estrategias de control integrado paralas moscas de la fruta.En el caso del tratamiento con Neemix al 4,5% (T3) tambiénse encontró un efecto repelente, lo cual concuerdacon lo reportado por Farías (1999), quien menciona queel aceite de nim (oil spray) posee propiedades repelentes;sin embargo, como mencionan Prokopy (1977) y Pérez(1987), el comportamiento en la oviposición de las moscasde fruta puede estar interaccionado con numerososestímulos químicos y físicos del huésped, así como con elhábito alimenticio de la plaga.CONCLUSIONES• Se observó un efecto de repelencia de los extractos acuososdel nim 3 y 5% y Neemix sobre la oviposición de lamosca mexicana de la fruta Anastrepha ludens Loew.• Estadísticamente ningún tratamiento demostró mayorefecto repelente en la oviposición de la mosca de lafruta sobre frutos de naranja.REFERENCIASAbudulai, M; B. M Shepard; P. L. 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FITOSANIDAD vol. 8, no. 4, diciembre 2004Comunicación cortaPRESENCIA DE TERMITES EN FRAXINUS CUBENSIS GRISEB,ESPECIE ENDÉMICA PROTEGIDAHaylett Cruz, 1 René López, 1 María del C. Berrios 2 y Natividad Triguero 11Instituto de Investigaciones Forestales. Calle 174 no. 1723 e/ 17B y 17C, Siboney, Playa, Ciudadde La Habana, CP 116002Estación Experimental Forestal. Calle Esteban Hernández 354, Itabo, Matanzas, CP 44200Los termites constituyen una de las mayores plagasagroforestales en los trópicos. Las pérdidas ocasionadasson sustanciales tanto en vivero como en el establecimientoy desarrollo de las posturas en el campo. Fraxinus cubensis(búfano) es una especie forestal que pertenece a la familiaOleácea. Habita en bosques semicaducifolios sobre suelosde mal drenaje de la zona cenagosa de la región central,de la cual es endémica. Es un árbol pequeño de hasta 15 mde altura, de corteza gris pardusca, fisurada longitudinalmente,fácil de trabajar, pero su durabilidad y resistenciaa los insectos es desconocida [Forst, 1965; Sablón,1984]. Esta especie forestal presenta una germinaciónerrática, por lo que actualmente se llevan a cabo diversosestudios con el fin de lograr su propagación masiva segúnCastillo (2002). Más recientemente la ley forestal cubanala considera como candidata a desaparecer, por seruna de las especies que presentan limitaciones y prohibicionesde tala [SEF, 1999]. Es por ello que se hace necesarioinformar la presencia de termites por vez primeraen F. cubensis, para así contribuir a la determinación delas causas del deterioro de las poblaciones de esta especieforestal, y a su vez motivar la atención sobre su manejo yconservación.Este estudio tuvo lugar en cuatro localidades de la provinciade Matanzas: El Carmelo y Finca Quintela, localizadasen la Ciénaga de Zapata; Yara Ruffin y Alamedaen la Ciénaga de Majaguillar, municipio de Martí, dondeF. cubensis se encuentra en condiciones naturales y de plantación.Se colectaron todas las castas de termites: obreros,soldados, seudoergados y alados, los cuales fuerontrasladados al Laboratorio de Entomología del Institutode Investigaciones Forestales en viales con alcohol al 70%,donde se procedió a su posterior registro e identificación,según Scheffran y Su (1994).Los termites identificados fueron Neotermes castaneus(Burmeister) (Isoptera: Kalotermitidae) y Nasutitermescostalis (Holmgren) (Isoptera:Termitidae). En Cuba se conocela peligrosidad de N. castaneus en plantaciones deTectona grandi L. F. (teca) de más de diez años de edad, loque constituye una plaga forestal por la severidad de suataque [Rodríguez, 1990]. Este insecto penetra por lasramas partidas y/o secas en las que realiza diferentes galeríasen el interior del tronco, del cual queda solamenteuna masa terrosa húmeda. El ataque fue detectado desdela parte superior del árbol hacia las raíces, síntomas quecoinciden con los descritos por Hochmut y Manso (1985).Es importante señalar que las castas reproductoras deN.castaneus penetran en los árboles a través de dañosmecánicos (podas naturales, heridas provocadas por elhombre y/o animales). El tejido se colapsa y se crean lascondiciones oportunas para la penetración del insecto[Rodríguez, 1990]; por lo que se infiere que el factorantropogénico puede jugar un papel decisivo en esta problemática.N. costalis fue reconocido por los túneles y nidos de consistenciaacartonada característicos de este género; sinembargo, este insecto no ocasiona daños notables en lasdiversas especies forestales que ataca. Debido a la importanciaque presenta esta especie forestal dada por suendemismo, difícil propagación y posibilidades de extinción,se hace necesario profundizar en la interacción insecto-planta,así como analizar la situación actual de F. cubensiscon el fin de contribuir a su conservación in situ.REFERENCIASCastillo A., Eunice: Comunicación personal, Instituto de InvestigacionesForestales, 2002.fitosanidad/61

Cruz y otrosFors, A. F.: Maderas cubanas, 3a. ed., INRA, La Habana, 1965.Hochmut, R.; D. Manso: Protección contra las plagas forestales enCuba, Instituto Cubano del Libro, 1985, pp. 259-264.Rodríguez, M.: «Estudio sobre la ecología, biología y daños deNeotermes castaneus en teca y las posibles medidas de control»,Informe final de etapa, IIF, 1990.Sablón, Mercedes: Dendrología, Ed. Pueblo y Educación, La Habana,1984.Scheffran, R.; N. Su.: «Keys to Soldier and Winged Adult Termites(Isoptera) of Florida», Entomologist 77:4, 460-474, 1994.SEF: Ley Forestal. Su reglamento y contravenciones, Servicio EstatalForestal, Cuba, 1999.62/fitosanidad

FITOSANIDAD vol. 8, no. 4, diciembre 2004INTERCEPCIÓN DE PATÓGENOS FUNGOSOSEN GERMOPLASMA IMPORTADO DE PAPAMaría Pueyo, Elsa Hidalgo, Michel Pérez, Lutgarda Betancourt y Jorge AbreuCentro Nacional de Sanidad Vegetal. Ayuntamiento 231 e/ San Pedro y Lombillo, Plazade la Revolución, Ciudad de La Habana, c.e.:micologia@sanidadvegetal.cu.Cuba produce anualmente más de 360 000 t de papaen un área de 13 465 ha [FAO, 2002], y para ello importa35 000 t de semillas procedentes de países comoHolanda y Canadá. Se conoce que este germoplasma esportador de muchas enfermedades de gran importanciaen regiones de climas cálidos y húmedos [CABI, 2002].Por esta razón es sometido a análisis en el LaboratorioCentral de Cuarentena con el objetivo de detectar la presenciade patógenos cuarentenados.En el presente trabajo se registran los principalespatógenos fungosos interceptados en los análisisfitopatológicos a semillas agámicas de papa importadadurante la campaña 2003-2004 a partir del análisis demuestras de 430 certificados y de 44 variedades de papaprocedentes de Holanda y Canadá mayormente. Los métodosde diagnósticos utilizados fueron las técnicas convencionalesde montaje en cámara húmeda y aislamientoen medio de cultivo. Los criterios taxonómicos utilizadospara la identificación de las especies fueron los descritospor Erwin & Ribeiro (1996), Booth (1971), Ellis (1976),Sutton (1980).Se determinó la frecuencia de aparición de los patógenospor países y por variedades. En la Tabla 1 se muestran losinterceptados por países. Se notificaron un total de 11géneros, y de ellos resultaron con mayor frecuencia deaparición Rhizoctonia solani, Fusarium spp., Helminthosporiumsolani, Spongospora subterranea y Geotrichumcandidum, y como menos frecuentes Gliocladium roseum,Phytophtora infestans, Alternaria sp., Colletotrichum coccodesy el actinomicetes Streptomyces scabies. Resultados similaresfueron registrados por CABI en el 2002, los cualesencontraron a Streptomyces scabies, Phytophthora infestans,Alternaria solani, Rhizoctonia solani como patógenos frecuentesen este cultivo.El 43% de las variedades importadas estaban afectadaspor uno u otro de los patógenos registrados. Las de Holandasuperaron a las de Canadá con 36 y 12% respectivamente.Se determinó la presencia de los patógenoscuarentenados Verticillium albo-atrum (en las var. Spuntay Santana) y Sclerotinia sclerotiorum (en la var. Spunta),este último interceptado por primera vez en Cuba(Figs. 1 y 2).Tabla 1. Patógenos fungosos interceptados por paísesTotal dePatógenovariedadesVariedades afectadas (%)afectadas Holanda Canadá XAlternaria solani 4 5,6 18,2 9,3Collectotrichun coccodes 1 2,8 0,0 2,3Fusarium spp. 18 25,0 90,9 41,9Geotrichum candidum 6 13,9 18,2 14,0Gliocladium roseum 8 11,1 36,4 18,6Helminthosporium solani 8 22,2 0,0 18,6Phytophthora infestans 1 0,0 9,1 2,3Rhizoctonia solani 20 50,0 45,5 46,5Sclerotinia sclerotiorum 2 5,6 0,0 4,7Spongospora subterranea 9 25,0 36,4 20,9Streptomyces scabies 25 69,4 81,8 58,1Verticillium albo-atrum 3 8,3 0,0 7,0fitosanidad/63

Romeu y otrosEn la Tabla 2 se muestra la incidencia de los patógenos porvariedades. Se puede observar que Fusarium spp., R. solaniy S. subterranea se registraron en todas, y los mayores valoresse alcanzaron en Atlantic, Red Pontiac y Santana.Tabla 2. Incidencia de patógenos por variedadesFrecuencia de infección por variedades (%)PatógenoChieftain Spunta Santana Romano Atlantic Red PontiacAlternaria solani 0 16,7 A 0 0 6,7 0Colletotrichum coccodes 0 0 1,9 A 0 0 0Fusarium spp. 14,8 12,9 7,4 9,5 75 AB 15,4Geotrichum candidum 6,6 12,9 A 3,7 0 0 0Gliocladium roseum 1,6 0 7,4 2,4 A 0 17,6 AHelminthosporium solani 0 0,01 0 2,4 0 0Phytophthora infestans 8,2 A 0 0 0 0 0Rhizoctonia solani 23,0 AB 9,6 18,5 38,1 B 13,3 38,5 ABSclerotinia sclerotiorum 0 0 1,9 A 0 0 0Spongospora subterranea 4,7 1,8 3,7 4,8 26,6 A 11,8Streptomyces scabies 0 32,3 B 35,2 AB 23,8 0 20,1Verticillium albo-atrum 0 16,6 A 3,7 0 0 0A:Variedad en la que se registró la mayor frecuencia del patógeno.B: Patógeno de mayor frecuencia de infección en cada una de las variedades.Fusarium spp. registró la mayor frecuencia de infección,con un rango de 7,4-75%. El mayor porcentaje se presentócon la variedad Atlantic.Ninguna de las variedades analizadas resultaron inmunesa su ataque. Hooker (1980) describe que lasusceptibilidad a especies de Fusarium varía en relacióncon el cultivar, y que aumenta durante el almacenaje.S. sclerotiorum se presentó con pudriciones blandas conpresencia de moho blanco y esclerocios en la superficie delos tubérculos (Figs. 1 y 2). Síntomas similares fueron descritospor Turkensteen (1996).Figura 1. Esclerocios de S. sclerotiorumFigura 2. Síntomas de S. sclerotiorumREFERENCIASBooth, C.: The Genus Fusarium, Commonwealth Mycological Institute,Kew, Surrey, 1971.CABI/EPPO: Plagas y enfermedades en Solanum tuberosum, CropProtection, Compendium, 2002.Ellis, M.: Dematiaceous hyphomycetes, Commonwealth MycologicalInstitute, Kew, Surrey, 1976.Erwin, D.; O. Ribeiro: Phythophthora Diseases Worldwide, The AmericanPhytopathological Society, St. Paul, Minnesota, 1996.FAO.: «Food and Agricultural Organization of United Nations», Anuarioestadístico, 2002.Hooker, W. J.: Compendio de enfermedades de la papa, The AmericanPhytopathological Society and Centro Internacional de la Papa, E.U.,1980, pp. 83-86.Sutton, B. C.: The Coelomycetes. Fungi imperfecti whith Pycnidia,acervuli and Stromata, Commonwealth Mycological Institute, Kew,Surrey, 1980.64/fitosanidad

FITOSANIDAD vol. 8, no. 4, diciembre 2004ESPECIES DE HONGOS EN DRACAENA SPP.Giselle Estrada, Ileana Sandoval y Tania BonillaInstituto de Investigaciones de Sanidad Vegetal. Calle 110 no. 514 e/ 5a. B y 5a. F, Playa, Ciudad deLa Habana, CP 11600, c.e.: isandoval@inisav.cuCon el nombre de dracena se conocen varias especies deplantas que son cultivadas como ornamentales por su bellofollaje. Son utilizadas para decorar jardines e interiores,ya que pueden vivir bajo distintos niveles de luminosidad.Pertenecen a los géneros Cordyline y Dracaena de lafamilia de las Liliaceas. En Cuba se conocen Dracaenafragans Ker-Gawl., D. brasiliensis Schut., Cordylineterminalis Kth., entre otras, algunas de las cuales son llamadasdrago [Roig, 1988]. Se conoce además la D. cubensisM. Victorin [León, 1946] y la D. deremensis Engl., muyutilizada para decorar interiores porque es capaz de crecercon un 73% de sombra [Chase, 1997].Para el trabajo se muestrearon plantas de Dracaena fragansprocedentes del vivero de la CPA Arístides Viera, en Playa;D. deremensis y D. marginata procedentes de jardinesy de interiores de casas, también en Ciudad de La Habana,y Dracaena sp. obtenida de la finca El Aljibe, en Wajay,La Habana. Todas presentaban necrosis pardas en el ápicey borde de la hoja.Los síntomas de cada muestra fueron analizados y se tomaronfragmentos que se lavaron con abundante agua corrientedurante 5 min, y desinfectados en una solución dehipoclorito de sodio al 2%, según los métodos convencionales.Fueron colocados en cámara húmeda y en placas quecontenían agua-agar. Después de incubarlos a 25 o C con alternanciade luz-oscuridad se observaron a partir de las 48-72 h según se presentaba la esporulación de los hongos. Seobservaron al microscopio para determinar las especies dehongos en cada muestra según Ellis (1971 y 1976), Domschet al. (1980), Nelson et al. (1983) y Mercado et al. (1997).En la tabla se muestran las especies de hongos detectadosen cada especie de Dracaena. Las especies marcadas conuna (N) se consideran nuevos registros para el cultivo enel país. Los señalados con (P) son potencialmentepatógenos para estos cultivos.D. deremensis D. fragans D. marginata Dracaena sp.Colletotrichumgloeosporioides (P)Cephalosporiosis sp. (N) Alternariaalternata (P)Alternariaalternata (P)CurvulariaFumaginaFusariumFusarium sp.brachyspora (N)(P)incarnatumCurvulariagudauskasii (N)(P)Curvulariaverruculosa (N)(P)Colletotrichumgloeosporioides (P)Fusarium incarnatumMicrosphaeropsis sp. (N)Rhizoctonia solani (P)Phoma sp. (P)Alternaria alternata es una especie extremadamente común ycosmopolita que aparece en muchas clases de plantas ysustratos, incluyendo suelo, alimentos y textiles. Supatogenicidad en diferentes plantas no parece estarcorrelacionada con aspectos morfológicos [Ellis, 1971; Domschet al., 1980]. Se encontró sobre las manchas pardas.Colletotrichum gloeosporioides es un saprofito común; perotambién es causante de la antracnosis en frutos y hojasde varias especies de plantas. Urtiaga (1986) lo reportapor causar manchas foliares en Dracaena fragans. De igualmanera Farr et al. (1995) lo señalan en D. deremensis, D. fragans,D. marginata y otras especies de Dracaena como causade antracnosis. Se halló en lesiones típicas de esta enfermedad.Algunas especies de Curvularia son consideradaspatógenos importantes de diversas plantas de gran im-fitosanidad/65

Estrada y otrosportancia económica. Curvularia sp. provoca quemazónen la punta de la hoja en D. fragans [Urtiaga, 1986]. Farret al. (1995) plantearon la existencia de una Curvulariasp. que provoca manchas foliares en Dracaena sp. Las especiesC. brachyspora, C. gudauskasii y Curvularia verruculosano han sido reportadas en estos cultivos en Cuba. Fueronencontradas en las puntas necrosadas de las hojas.Fusarium incarnatum es una especie cosmopolita. Su mayorimportancia económica radica como agente causal depudriciones poscosecha en varios cultivos tropicales. EnCuba este hongo es frecuente sobre restos vegetales de numerosasplantas, de acción saprofítica fundamentalmente[Gerlach & Nirenberg, 1982; López et al., 1998]. Seencontró en las lesiones asociado al resto de los hongos.REFERENCIASChase, A. R.: Compendium of Ornamental Foliage Plant Diseases,fourth edition, APS PRESS, The American Phytopathological Sciety,1997.Domsch, K. H.; W. Gams & T. H. Anderson: Compendium of Soil Fungi,vol. 1, Acad. Press, 1980.Ellis, M. B.: Dematiaceous Hyphomycetes, CMI, Kew, Surrey, 1971.––––: More Dematiaceous Hyphomycetes, CMI, Kew, Surrey, 1976.Farr, D. F.; F. B. Gerald; G.P Chamuris; A. Y. Rossman: Fungi on Plantsand Plant Products in the United States, second edition, APS Press,The American Phytopathological Society, St. Paul, Minnesota, E.U.,1995, pp. 413-415.Gerlach, W.; H. Nirenberg: The Genus Fusarium-A Pictorial Atlas,Paul Parey, Berlin und Hamburg, 1982.León, A. Hno.: Flora de Cuba, Ed. Cultural, La Habana, 1946.López, María O.; Ileana Sandoval; J. Mena: Manual para la identificaciónde hongos fitopatógenos de la caña de azúcar en Cuba, ActaBotánica Cubana, Instituto de Ecología y Sistemática, 1998.Mercado, A.; V. Holubová-Jechová; J. Mena: Hifomicetes demaciáceosde Cuba. Enteroblásticos, Monografie XXIII, Museo Regionale deScience Naturali, Torino, 1997.Nelson, P. E.; T. Toussoun; W. F. O. Marasas: Fusarium Species. AnIllustrated Manual for Identification, The Pennsylvania UniversityPress, University Park and London, 1983.Roig, J. T.: Diccionario botánico de nombres vulgares cubanos, t. 1,Ed. Científico-Técnica, La Habana, 1988.Urtiaga, R.: Índice de enfermedades en plantas de Venezuela y Cuba,Imp. Nuevo Siglo S. R. L. Barquisimetro, Edo. Lara, Venezuela, 1986.66/fitosanidad

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