SMQ-V043 N-003, N-004_ligas_size.pdf - Journal of the Mexican ...

REVISTA de la
SOCIEDAD
Q UÍMICA
de
MÉXICO
CONTENIDO
Obituario
Professor Dr. Lydia Rodríguez-Hahn
1932-1998
Nikolaus H. Fischer
79
Remembranzas sobre Lydia Rodríguez-Hahn
Jacobo Gómez-Lara
80
El legado de la doctora Lydia Rodríguez-Hahn
Mario Silva
81
Investigación
Synthesis of Fused Azole-Piperidinoses: A Free Radical
Cyclization Approach
José Marco-Contelles* and Carolina Alhambra Jiménez
83-87
Metabolitos secundarios y macromoléculas en el estudio evolutivo
de la flora vascular endémica del archipiélago Juan Fernández
Eduardo Ruiz y Mario Silva
88-92
Transformaciones químicas de asclepinas
Humberto Valle, Jorge Cárdenas* y Lydia Rodríguez-Hahn
93-96
Multi-metallic oxides as catalysts for light alcohols
and hydrocarbons from synthesis gas
Miguel Pérez, L. Díaz, H. de J. Galindo, J. M. Domínguez
and Manuel Salmón*
97-99
Guayanólidas de Stevia laxiflora
Alfredo Ortega,* Patricia Mondragón y Emma Maldonado
100-102
Anti-inflammatory Active Compounds from the n-Hexane
Extract of Euphorbia hirta
Mariano Martínez-Vázquez,* Teresa O. Ramírez Apan,
María Eugenia Lazcano and Robert Bye
103-105
Fotoadiciones de etanol a 6b-angeloiloxifuranoeremofil-10bH,9-ona
y sus derivados
Manuel Jiménez-Estrada*, Ricardo Reyes-Chilpa,
Eugenia Cerqueda e Isabel Saad
106-109
Reaction of 4(7)-Aminobenzimidazole with Ethyl 2-Alkylmalonates
in 1,2,4-Trichlorobenzene
Lucía E. Valle-Aguilera,* Marco M. González-Chávez,
and Roberto Martínez*
110-112
Síntesis de derivados del 1-N-aminoindol en medios no acuosos
a partir de la 1,4-dihidrocinolina obtenida por electrólisis
en celda redox de flujo continuo
Bernardo A. Frontana-Uribe* y Claude Moinet
113-117
Expansión 5 ® 6 de compuestos heterocíclicos por el método
de Stork–De Selms
Marta E. Albores y Luis A. Maldonado*
118-122
Preparación de N-Metil-3-arilpirrolidinas mediante
reacciones de cicloadición dipolares [3+2]
Guillermo Negrón,* Aydeé Fuentes, Moisés Romero,
Gustavo Madrid, Raymundo Cruz*
123-126
Lewis Acid Catalyzed Transformations of Z-Ligustilide
María Yolanda Rios and Guillermo Delgado*
127-132
Revisión
La bioquímica del litio y su utilización en pacientes
con desórdenes mentales
Roberto Arreguín-Espinosa,* Barbarín Arreguín
y Laura Rocío Castañón Olivares
133-136
Celulosomas: sistemas multienzimáticos
Alejandra Hernández-Santoyo,* Enrique García-Hernández
y Adela Rodríguez-Romero
137-142
La Revista de la Sociedad Química de México se encuentra indizada en Chemical Abstracts, Bioscience Information Service,
Chemisches Zentralblatt, Sumario Actual de Revistas (España), Russian Institute of Scientific and Technical Information.
Las instrucciones para los autores aparecen publicadas en el número 1 de cada volumen.
*En los artículos con más de un autor, el asterisco indica a quién debe dirigirse la correspondencia.
El costo de la suscripción anual es de $325.00 para la República Mexicana.
Se distribuye gratuitamente entre los socios de la Sociedad Química de México.

REVISTA de la SOCIEDAD QUÍMICA de MÉXICO
(Rev. Soc. Quím. Méx.) ISSN 0583-7693
Publicación bimestral editada y distribuida por la Sociedad Química
de México, A.C., Mar del Norte núm. 5, Col. San Álvaro,
Delegación Azcapotzalco, C.P. 02090, México, D.F.,
Tels.: 5386-2905 y 5386-0255.
Editor: Guillermo Delgado Lamas.
Editor Técnico: Arturo Sánchez y Gándara.
D.R. © Sociedad Química de México, A.C.
Se prohíbe la reproducción o impresión parcial o total
sin la autorización por escrito del titular de los derechos.
Reserva del título número 158-67 (mayo de 1967)
otorgado por la Dirección General de Derechos de Autor, SEP.
Certificado de licitud número 3565 y de contenido número 3867
otorgados por la Comisión Calificadora de Publicaciones
y Revistas Ilustradas de la Secretaría de Gobernación.
Publicación periódica. Registro número 0790 790.
Características 2294 5112, autorizado por SEPOMEX,
23 de julio de 1990. Oficio número 317 Exp. 091.70/2485.
Autorizada como correspondencia de segunda clase por la Dirección
General de Correos con fecha 25 de agosto de 1967.
Edición e impresión: S y G Editores S.A. de C.V.,
Calle Cuapinol 52, Col. Santo Domingo de los Reyes,
Delegación Coyoacán, 04369 México, D.F., Tel.: 5619-5293.

Editorial
Este fascículo reúne algunas contribuciones científicas dedicadas
a la memoria de la Dra. Lydia Rodríguez-Hahn (1932-
1998), en ocasión de su primer aniversario luctuoso, y representa
un homenaje para quien realizara una importante labor
de investigación y educación en el ámbito de la química en
nuestro país. Los homenajes póstumos recrean la memoria colectiva
y en esta oportunidad permite recordar a uno de los
miembros de la comunidad química de México de mayor estima
e influencia. Esta compilación puede considerarse asimismo
como una extensión del reconocimiento a la labor académica
realizada por la Dra. Rodríguez-Hahn, quien fuera acreedora
del Premio Andrés Manuel del Río de la Sociedad Química
de México en 1988, del Premio IOCD-Syntex en 1991, y
del Premio Universidad Nacional 1997 en el Área de Investigación
en Ciencias Naturales, entre otras distinciones.
La vida de la doctora Lydia fue singular en muchos aspectos.
Nacida en Madrid, la guerra civil en España (1936-1939) la
obligó a emigrar a la ex Unión Soviética, donde vivió parte de su
niñez y adolescencia. Al término de la segunda guerra mundial
(1945), vino a México, donde realizó sus estudios de educación
media y cursó la carrera de Químico en la entonces Escuela Nacional
de Ciencias Químicas de la UNAM. Después de realizar
su tesis de licenciatura durante 1953-1954 [1] con el Dr. Francisco
Giral, trabajó algunos años en Santiago de Chile como investigadora.
De 1958 a 1962 realizó sus estudios y tesis doctorales
[2] bajo la supervisión del Dr. Derek H. R. Barton (1918-1998),
acreedor del Premio Nobel de Química en 1969. En 1962 se incorporó
al Instituto de Química de la UNAM y en colaboración
con el Dr. Jesús Romo Armería (1922-1977) incidió en la química
de esteroides, de productos naturales orgánicos y en estudios
fotoquímicos. En el periodo de 1977-1978 realizó una estancia
académica en Grenoble, Francia, en el grupo del Dr. Pierre Crabbé
(1928-1987). Realizó investigaciones importantes y sobresalientes
sobre la reactividad de sustancias naturales [3], y durante
la última década realizó un trabajo extraordinario referente a la
química y el significado taxonómico de los metabolitos secundarios
de las plantas del género Salvia [4], entre otras muchas contribuciones.
Posiblemente uno de sus trabajos más citados sea el
procedimiento para la reducción 1,2- de enonas conjugadas [5],
de amplia aplicación y eficiencia. De vocación docente, notable
sensibilidad artística y sentido humanista innato, la doctora
Lydia ejerció una influencia profunda en alumnos y colegas que
seguramente para ella pasó inadvertida.
Adicionalmente a las publicaciones científicas y revisiones
del presente fascículo, se incluyen contribuciones específicas
de algunas personas cercanas a la Dra. Rodríguez-Hahn.
El obituario escrito por el Dr. Nikolaus Fischer, de la Universidad
Estatal de Luisiana, EUA, constituye una descripción
clara y concisa de su trayectoria académica. La convivencia
laboral cotidiana durante más de tres décadas del Dr. Jacobo
Gómez-Lara con la Dra. Lydia en el Instituto de Química de
la UNAM, permite esbozar, mediante sucintas remembranzas,
a la dama de amplia cultura y profundo humanismo. Finalmente,
el texto del Dr. Mario Silva, de la Universidad de Concepción,
de Chile, quien tuvo una formación académica paralela
a la de la Dra. Lydia, ilustra el amplio aprecio y reconocimiento
de quienes la conocieron.
Es conveniente mencionar que varios trabajos han sido
dedicados a la doctora Lydia [6] y este fascículo reúne algunos
adicionales a petición expresa de los autores. La rigurosidad
académica y sentido crítico de la Dra. Rodríguez-Hahn se
encuentran impresos no sólo en sus publicaciones científicas,
sino en la memoria de todos quienes tuvimos la fortuna de conocerla.
Referencias
Dr. Guillermo Delgado Lamas
1. Giral, F.; Rodríguez-Hahn, L. J. Chem. Soc. 1960, 2373.
2. (a) Baldwin, J. E.; Barton, D. H. R.; Bloomer, J. L.; Jackman, L.
M., Rodríguez-Hahn, L.; Sutherland, J. K. Experientia 1962, 18,
345-388. (b) Barton, D. H. R.; Jackman, L. M.; Rodríguez-Hahn,
L.; Sutherland, J. K. J. Chem. Soc. 1965, 1772-1778.
3. Véase inter allia: (a) Rodríguez-Hahn, L.; Jiménez, M.; Saucedo,
R.; Soriano-García, M.; Toscano, R. A.; Díaz, E. Tetrahedron
1983, 39, 3909-3918. (b) Rodríguez-Hahn, L.; O'Reilly, R.;
Esquivel, B.; Maldonado, E.; Ortega, A.; Cárdenas, J.; Toscano, R.
A.; Chan, T.-M. J. Org. Chem. 1990, 55, 3522-3525. (c) Rodríguez-Hahn,
L.; Manríquez, M. E.; Frontana, B. A.; Cárdenas, J.
An. Quím. Int. Ed. 1997, 93, 291-294.
4. Rodríguez-Hahn, L.; Esquivel, B.; Cárdenas, J., Clerodane Diterpenes
in Labiatae, in: Prog. Chem. Org. Nat. Prod. 1994, 63.
Springer-Verlag.
5. Luche, J. L.; Rodríguez-Hahn, L.; Crabbé, P. J. Chem. Soc., Chem.
Commun. 1978, 601-602.
6. (a) Cea-Olivares, R.; Toscano, R. A.; López, M.; García, P.
Monatsh. Chem. 1993, 124, 177-183. (b) Heinrich, M.; Koehler, I.;
Rimpler, H.; Bauer, R. Rev. Soc. Quím. Méx. 1998, 42, 245-248.
(c) Rios, M. Y.; Delgado, G.; Espinosa-Pérez, G. Tetrahedron
Lett. 1998, 39, 6605-6608. (d) Frontana-Uribe, B. A.; Moinet, C.;
Toupet, L. Eur. J. Org. Chem. 1999, 419-430. (e) Rodríguez, B.;
Rodríguez, B.; De la Torre, M. C.; Simmonds, M. S. J.; Blaney,
W. M. J. Nat. Prod. 1999, 62, 594-600.

Professor Dr. Lydia Rodríguez-Hahn
(1932-1998)

Revista de la Sociedad Química de México, Vol. 43, Núms. 3, 4 (1999) 79
Obituary
Professor Dr. Lydia Rodríguez-Hahn
1932-1998
Nikolaus H. Fischer
Department of Chemistry, Louisiana State University. Baton Rouge, LA 70803, USA.
Lydia Rodríguez-Hahn, Titular Professor of Chemistry at the
Institute of Chemistry, National University of Mexico (UNAM)
in Mexico City and a member of the Editorial Board of Planta
Medica, died on May 20, 1998. As a natural products chemist of
international distinction, her death is a serious loss to the
Institute of Chemistry as well as the scientific community as a
whole.
Lydia was born in Madrid, Spain, but she and her family
had to leave the country during the Spanish Civil War in 1936.
After nine years in the Soviet Union, she came to Mexico at
the end of the Second World War. She completed her undergraduate
education at the School of Chemical Sciences at
UNAM in 1954. After three years as a research scientist at the
Catholic University and the University of Chile in Santiago,
Chile, she studied with D. H. R. Barton at the Imperial College
of Science and Technology in London, England, where she
received her Ph.D. in 1962. She returned to Mexico and joined
the Institute of Chemistry at UNAM, moving through the academic
ranks to achieve the highest rank of Titular Professor in
1979. Besides her studies in organic photochemistry, her
major scientific contributions were in the areas of structure
determination and chemistry of natural products from higher
plants and their use as biochemical systematic markers. Her
studies of the diterpenes and other constituents of the Salvia
complex (Labiatae) were elegant and concise. She educated a
new generation of excellent scientists who will continue her
legacy. Her scientific work resulted in about 100 peer-reviewed
publications. Her lasting contributions to the chemistry
and biochemical systematics of Mexican Salvia species are
summarized in several review chapters. Lydia was a long-time
member of the Mexican Academy of Sciences, and in 1997
she was awarded the “Premio Universidad Nacional” for her
life-time research accomplishments in Natural Sciences.
Lydia’s interests and human endeavours were manyfold.
As an educator, she was a highly demanding and dedicated
teacher and research adviser. Among the students in the
Institute she was respectfully known as the “iron Lady”.
During her whole scientific career she was dedicated to the
advancement of natural products chemistry and the education
of her students. In her private life, she and her husband
Ludwig Margules, a renowned theater director, created a
humanistic and artistic environment for their children and
friends. Her enthusiasm for literature was common knowledge
among her colleagues and friends.
One of my everlasting memories of Lydia will be her
symposium lecture at the Fifth Chemical Congress of North
America in Cancun, México, in November 1997. Severely
weakened by her illness and barely able to speak, her presentation
was a demonstration of inner strength and dedication to
her scientific community. During my visit in Mexico City in
early May last year, I was fortunate to pay her a short visit at
her home. In spite of her severe illness, she was preparing an
obituary for her mentor, the Nobel Laureate D. H. R. Barton,
who had died in early 1998. At that time, I was not prepared to
entertain the thought that I would write an obituary for her so
soon after.
She will be missed by her colleagues at UNAM and many
other scientists and friends around the world. We extend our
sincere sympathies to her husband Ludwig Margules and other
members of her family.

80 Rev. Soc. Quím. Méx. Vol. 43, Núms. 3, 4 (1999)
Obituario
Remembranzas sobre Lydia Rodríguez-Hahn
Jacobo Gómez-Lara
Instituto de Química de la Universidad Nacional Autónoma de México. Circuito Exterior, Ciudad Universitaria.
Coyoacán, 04510 México, D. F.
Vivía la Dra. Lydia en la colonia Condesa cuando yo regresé
a México. Era encantador coincidir con ella en el autobús a
Ciudad Universitaria, que abordábamos en la Avenida Tacubaya.
El viaje podía consistir en algún transbordo en la
Avenida Insurgentes, y luego una caminata por los jardines
de la C.U. Dichosas épocas en que no había tantos semáforos
y no había tampoco tanta inseguridad. Bien se podía hacer el
viaje en tiempos relativamente cortos. Además la plática de
Lydia era siempre interesante y amena, lo cual acortaba distancias.
Esos viajes, que siento ahora no serían tan interesantes
por el tiempo que toman, por la contaminación, y sobre todo,
por la ausencia de Lydia, me permitieron empezar a conocer a
la gran dama y excelente colega con la que afortunadamente
me tocó convivir espacios de trabajo, y también culturales y
sociales, por largo tiempo.
Coincidíamos en muchas cosas y puntos de vista; podíamos
charlar largamente de teatro, de política, de música, de
cine, de viajes y hasta de química. Durante mi primera visita a
Chile (1968) pude conocer a la madre y al hermano de Lydia,
ambos extraordinariamente atentos e inteligentes, quienes pendientes
de los acontecimientos, se fueron posteriormente, pero
a tiempo, a España. Del mismo modo conocí en el Instituto
Politécnico al padre, todos ellos una gran familia.
A Ludwig y su inseparable y aromática pipa lo conocí
tiempo después. Un carácter encantador, pero ciertamente
opuesto al de Lydia. También un artista, pero él de teatro, una
figura controvertida, pero siempre reconocida por su talento y
maestría, ya como director, ya como maestro, polaco hasta las
cachas. Hacían la pareja perfecta, porque sus diferencias los
complementaban y apoyaban. Anna primero, y Lydia chica
después, conformaron el círculo familiar perfecto: la primera
flautista del barroco, la segunda, actriz consumada.
Políticamente Lydia era antifascista, pero sionista; anarquista,
pero institucional. Su gesto de invitarnos a beber cham -
pagne un día después de la muerte de Franco, parecería contradictorio
con su defensa del pueblo judío cuando la invasión
de Egipto en la guerra del Yom Kippur, o la destrucción de la
central nuclear iraquí por la aviación israelita.
De andar y ademanes y movimientos relativamente lentos,
su chispa química era, sin embargo, instantánea. Le bastaba
ver la fórmula de un compuesto para que, inmediatamente,
sin mayor miramiento, empezara a encontrar analogías, reacciones
de muchos tipos, señales en el infrarrojo, en la resonancia,
rutas de biosíntesis, correlaciones químicas, potencial biológico,
aplicaciones potenciales y, en fin, un sinnúmero de
acertadas observaciones.
Cuando recibió el premio Andrés Manuel del Río de la Sociedad
Química de México, impartió una clarísima conferencia en
el Congreso de Aguascalientes que llevó por título: “Diterpenos
clerodánicos de salvias mexicanas”. Esa fue la primera vez que
comprendí para qué servía la investigación sobre productos naturales,
o más bien, fitoquímica, aparte de ser una ocupación altamente
instructiva para los alumnos respecto a las técnicas de laboratorio.
Su brillante exposición conformó todo un sistema de
relaciones quimiotaxonómicas que correlacionaba metódicamente
un cúmulo de conocimiento elegantemente construído.
Defensora a ultranza de la universidad pública, no le convencían
los sistemas de estímulos, ni la lucha para obtener
fondos extraordinarios, a pesar de que obtuvo con facilidad
unos y otros.
Probablemente su última gran satisfacción académica, fue
el otorgamiento del Premio Universidad Nacional (1997) en el
área de investigación en Ciencias Naturales. La larga secuencia
de evaluaciones para otorgarle el nombramiento de Investigadora
Emérita, quedó trunca a una edad en que su lucidez era
extraordinaria, según lo demostraba en sus intervenciones en
cuerpos colegiados, como miembro del Comité de Ciencias
Naturales del CONACYT o como jefa del Departamento de Productos
Naturales del Instituto de Química, puestos que ocupaba
al momento de su fallecimiento temprano.
Académica ejemplar, mujer, colega, amiga, lo que más te
molestó al entrar a tu último tratamiento médico no fueron las
sondas, caídas de pelo y demás torturas, sino el hecho que tuvieras,
a toda costa y contra viento y marea, que dejar de
fumar. Estás presente, Lydia, en nuestra cotidiana labor, tu
compañía nos alienta y nos recuerda que todo vale la pena,
inclusive el fumar.

Revista de la Sociedad Química de México, Vol. 43, Núms. 3, 4 (1999) 81-82
Obituario
El legado de la doctora Lydia Rodríguez-Hahn ‡
Mario Silva
Laboratorio de Química de Productos Naturales. Facultad de Ciencias Naturales y Oceanográficas.
Universidad de Concepción, Casilla 160-C. Concepción, Chile.
‡ Participación del Dr. Silva en el homenaje en memoria de la Dra.
Lydia Rodríguez-Hahn que se llevó a cabo en el Instituto de Química
de la UNAM el 15 de octubre de 1998.
Este mundo de los hombres, en el que compartimos nuestra
vida entre conflictos, sospechas, resquemores, pero también
colaboración, solidaridad y amor, no se satisface sólo de materia
y actos concretos, sino también busca satisfacer el alma, el
espíritu y las ansias de vivir más allá de las cosas y la realidad
inmediata. Esta ceremonia que nos concita para recordar a
nuestra querida colega Dra. Lydia Rodríguez-Hahn será un
instante breve en el tiempo, pero eterno en nuestras almas.
Al borde del tercer milenio, estamos viviendo un mundo
que se globaliza donde lo que hagamos o dejemos de hacer
compromete no sólo a los contemporáneos sino, más aún, a los
descendientes nuestros y ajenos. La globalización obedece, en
lo fundamental, a criterios de crecimiento económico, originados
por intereses empresariales, inspirados en el principio que
el bienestar y la felicidad del hombre son la resultante de una
buena gestión de la empresa, para lo cual se deben anular o
por lo menos, mitigar todas aquellas circunstancias que dificulten
ese buen éxito; como la diversidad cultural, las religiones,
idiomas, etc. Esto es, en buenas cuentas, que las personas
no somos tanto personas, sino, más bien, elementos de un todo
empresarial, por lo que nos corresponde, en primer lugar, ocuparnos
de la empresa de la que formamos parte, para así asegurar
nuestro bienestar y nuestro destino. Desgraciadamente,
ésa es la metáfora que cada día toma más fuerza, en la medida
en que se la acepta sin reflexión, sin cuestionamiento y sin
tomar recaudos para detener o paliar toda la maldad que puede
generar.
Por todas estas razones, para mí es un gran honor haber
sido invitado por los doctores Alfonso Romo de Vivar y Tirso
Ríos para compartir con ustedes esta solemne ceremonia de
homenaje a la Dra. Lydia Rodríguez-Hahn, cuya vida fue un
ejemplo de dedicación a la ciencia con una rigurosidad y sobriedad
extraordinaria.
La vida de Lydia sufrió el impacto de dos cruentas guerras,
todo esto en circunstancias extraordinariamente complejas
que templaron su espíritu y su carácter. Todo esto la llevó a
poseer una gran cultura e interés por todos los aspectos de la
vida.
Lydia ingresó a la entonces Escuela de Ciencias Químicas,
que como algunos de ustedes recuerdan, estaba ubicada en
Tacuba, al grupo del Dr. Francisco Giral, líder científico con
un gran dominio de la química y una sobriedad a toda prueba.
Hoy tenemos la satisfacción que está entre nosotros. Las características
del Dr. Giral se deben fundamentalmente a su formación,
primero en España y posteriormente bajo la dirección
del maestro Profesor Dr. Richard Kuhn en la Universidad de
Heidelberg, Premio Nobel de Química. En ese grupo Lydia
hizo su licenciatura en química, en un ambiente agradable
donde compartían muchos colegas que ustedes conocen como
Alfredo Büttenklepper, su esposa Paquita, Bertha Soto, Angela
Sotelo, Raquel Mariel, Jaime Garbazevich, Samuel Ladabaum,
María Eugenia Olivares, Carlitos Tobin, Carmen Rivera,
y muchos otros, cuyos nombres pasan por mi mente en este
momento. Además estaba siempre con nosotros Alfredo, el
auxiliar, mariachi que nos deleitaba con sus canciones, que
luego le permitieron llegar a ser un cantante de renombre.
Sobre estos temas podría hablar muchas horas; pero debo decir
en forma enfática: el Dr. Giral impactó nuestras vidas.
Lydia terminó su tesis de licenciatura en 1954 y luego
viajó a Chile, para trabajar primero en la Pontificia Universidad
Católica, luego en la Universidad de Chile y para estar
cerca de su señora madre.
En el año 1957, en el mes de abril, tuve el privilegio de
ingresar al laboratorio del Dr. Giral. Como venía de Chile,
todos me contaban que su colega Lydia estaba precisamente
en Chile, y me preguntaban si la conocía. En 1958 conocí a
Lydia, una persona muy agradable y amistosa que me invitó
muchas veces a la casa de su padre, con quien hablamos muy
largo de España, Chile y naturalmente de México. Él vivía
muy cerca del Ángel. En esos días Lydia preparaba su postulación
al Consejo Británico para tratar de obtener una beca.
En junio de ese año regresé a Chile y supe que Lydia ganó
la beca, y que fue admitida en el grupo de química orgánica
del Imperial College de la Universidad de Londres, por el Pro-

82 Rev. Soc. Quím. Méx. Vol. 43, Núms. 3, 4 (1999)
fesor Derek R. H. Barton, F. R. S., para hacer un doctorado en
química orgánica.
Nuestra comunicación continuó y cuando tuve un momento
de encrucijada, debido a que deseaba hacer un doctorado
en química orgánica, y tenía dudas si debía ir a Estados
Unidos o Inglaterra. Lo discutí con Lydia pidiéndole consejo,
y preguntándole si sería posible ir a trabajar en el grupo del
Profesor Barton. Pocos días después recibí su respuesta, y la
sugerencia de escribir directamente al Profesor Barton, quien
con consulta previa a Lydia, me aceptó de inmediato, siempre
que obtuviera el financiamiento para mis estudios. Este desafío
lo acepté y logré superarlo cuando obtuve una beca del
Consejo Británico. Cuando llegué al Imperial College en septiembre
de 1962, hacía pocas semanas que Lydia había regresado
a México.
En Londres se repitió la historia de México, en esos años
hacían sus doctorados Peter G. Sammes, Jack Baldwin, Wolfgang
Stegligh, Lycio Godinho da Silveira, James Sutherland,
Gordon Kirby, entre otros, todos ellos actualmente profesores
en Surrey, Oxford, München, Lisboa, Escocia, etc., que me hicieron
comentarios científicos y humanos muy agradables de
oír sobre las cualidades de Lydia.
De nuevo vino un cambio trascendental en nuestras vidas.
Los que tuvimos el privilegio de conocer a Barton como
el Profesor, amigo y conductor de juventudes, podemos decir
categóricamente: “él cambió nuestras vidas para siempre”.
Los que lo conocieron y trabajaron para Derek Barton tienen
anécdotas, desafíos científicos, que los hacen distinguirse
entre sus pares. Cuando alguien le preguntó a Barton sobre
las características que debe tener un científico, él respondió:
debe ser inteligente, debe tener una gran motivación y debe
ser honesto. —Como ustedes saben, estos requisitos los tenía
con creces Lydia—. Los requisitos que exigía el Profesor
Barton siempre fueron muy altos. Al final de cada conferencia
evaluaba el trabajo presentado, en su estilo, como (1)
Very Good, (2) Good, (3) Thank You, (4) These results don’t
make too much sense, do they? (5) There are not thermodynamic
reasons for the reaction to stop at 60% conversion, etc.
Nosotros todos sentimos esa tremenda presión, incluso los
que participamos en febrero pasado en las Barton Conferences
1998 en las Islas Maldivas. Este hombre no dejó fortuna
personal, sino un sello impreso en sus alumnos que formaron
una familia que algunos llaman “Bartonian”. Una de esas
mentes brillantes donde quedó impreso ese sello fue la de
Lydia.
Lo anterior se observa en la presentación de la obra de
Lydia cuando fue propuesta como investigadora emérita de la
Universidad Nacional Autónoma de México. El documento
dice: “La obra de la Dra. Lydia Rodríguez-Hahn destaca por
la alta calidad y rigurosidad científica de los trabajos presentados,
todo esto reflejado en sus muy altos índices de citación”.
Además, este documento realza el gran nivel de participación
de Lydia en todas las actividades académicas en que fue
requerida.
Mi querida amiga Lydia, para no herir tu modestia, no
continúo hablando de tus cualidades. Recibe un cariñoso saludo
de mi esposa Katica y mío.
Antes de terminar, reitero mis agradecimientos por esta
invitación que me permitió estar con ustedes en esta solemne
ceremonia.
Finalmente, deseo presentar mi cariñoso saludo a los familiares
de Lydia, y en especial al Sr. Ludwig Margules y a
sus hijas Ana y Lydia Margules Rodríguez, y decirles que la
huella que dejó Lydia en todos nosotros, es imborrable.

Revista de la Sociedad Química de México, Vol. 43, Núms. 3, 4 (1999) 83-87
Investigación
Synthesis of Fused Azole-Piperidinoses: A Free Radical
Cyclization Approach
José Marco-Contelles* and Carolina Alhambra Jiménez
Instituto de Química Orgánica General (CSIC), Laboratorio de Radicales Libres, Juan de la Cierva, 3; 28006-Madrid, Spain.
This paper is dedicated to the memory of Prof. Lydia Rodríguez-Hahn
Resumen. Se ha informado una nueva estrategia para la síntesis de
azol-piperidinosas fusionadas mediante una ciclización 6-exo-trig muy
eficiente y sin precedentes, sobre plantillas de azúcares heterocíclicos.
Estos compuestos son intermediarios clave para la síntesis de inhibidores
de azol-glicosidasa conocidos o análogos de ellos. En esta comunicación
describimos nuestros resultados recientes y exitosos sobre la
síntesis de triazol-piperidinosas. Los precursores de radicales fueron
preparados por la metodología usual a partir de 1,2:5,6-bis-O-isopropiliden-α-D-glucofuranosa
(4) via triazoles unidos en C3, con orientación
β, los cuales se obtienen fácilmente por cicloadición 1,3-dipolar
de la azida 5 con acetilendicarboxilato de dietilo o propiolato de metilo
y por desplazamiento S N 2 del tosilato en C3 con 1,2,4-triazol en el
compuesto 20. Las ciclizaciones 6-exo-trig mediante radicales procedieron
en las condiciones usuales [hidruro de tributilestaño o
tris(trimetilsilil)silano, AIBN, tolueno] produciendo los ciclo-aza azúcares
9, 11, 19 y 23 en rendimientos buenos o excelentes. Se propone
un mecanismo para estas ciclizaciones.
Abstract. A new strategy has been reported for the synthesis of fused
azole-piperidinoses featuring an unprecedented and very efficient 6-
exo-trig free radical cyclization onto heterocyclic sugar templates.
These compounds are key intermediates for the synthesis of known or
analogues of azole-glycosidase inhibitors. In this communication we
describe our recent and successful results on the synthesis of fused
triazole-piperidinoses. Radical precursors have been prepared by
standard methodologies from 1,2:5,6-bis-O-isopropylidene-α-D-glucofuranose
(4) via triazoles linked at C3, with β-orientation, readily
obtained by 1,3-dipolar cycloaddition of azide 5 with diethyl
acetylenedicarboxylate or methyl propiolate, and by S N 2 displacement
of the tosylate at C3 with 1,2,4-triazole in compound 20. The
key 6-exo-trig free radical cyclizations proceeded in the usual conditions
[tributyltin hydride or tris(trimethylsilyl)silane, AIBN, toluene]
yielding the azaannulated sugars 9, 11, 19 and 23 in good or excellent
yields. A mechanism for these cyclizations has been proposed.
Fig. 1. Fused azole-piperidinose glycosidase inhibitors.
Several tetrazoles [1], triazoles [2] and imidazoles [3] fused to
furanoses or pyranoses have been identified as good, selective
and potent glycosidase inhibitors [4]. This is the case of synthetic
compounds 1 [1b], 2 [2] or the natural product nagstatin
(3) [3] (Fig. 1). Most of the synthesis of these azasugars [5]
have relied either on the intramolecular 1,3-dipolar cycloaddition
(1,3-DC) of δ-azidonitriles [1b] or δ-azido α,β-unsaturated
esters [2] derived from sugars, intramolecular S N 2 reaction on
tethered azole triflate sugar derivatives [6], or from gluconolactams
by annulation of hydrazinecarbaldehyde and aminoacetaldehyde
dimethyl acetal [7]. In spite of these efforts, new
synthetic alternatives are sought due to the potential biological
activity and therapeutic profile of the new target molecules [4].
Continuing with our work on the synthesis of glycosidase
inhibitors from carbohydrates via free radical cyclization strategies
[8], in this communication we report a new and efficient
synthetic approach for the preparation of fused azole-piperidinoses,
a series of key intermediates for the synthesis of the
above cited and related glycosidase inhibitors. The main
aspects of this strategy are shown in Fig. 2 and consist in: (a)
the introduction of an N-azole at C3 in an hexofuranose starting
material (A) and (b) an unprecedented 6-exo-trig cyclization
of a radical species at C6 onto an heterocyclic ring system
in intermediates (B), leading to the azaannulated sugar [9] (C).
It is expected that further standard synthetic manipulations
(hydrolysis of the isopropylidenedioxy at C-1/C2, 1,2-diol

84 Rev. Soc. Quím. Méx. Vol. 43, Núms. 3, 4 (1999) José Marco-Contelles and Carolina Alhambra Jiménez
Fig. 2. General strategy fot the synthesis of fused azole-piperidinoses.
cleavage and hydride reduction) would afford piperidinoses of
type (D). This approach seems to be new, very attractive, flexible
and versatile, due to the following facts: 1. We can modulate
the absolute stereochemistry at C3 during the incorporation
of the N-azole; 2. Differently substituted azole nucleus (X
= O, N, S) can be placed at C3 by Mitsunobu reaction and/or
S N 2 replacement of good leaving groups [10] and 3. Free radical
cyclizations onto heterocycles are known [11], but these
protocols never have been tested in sugar templates.
In this paper we report our recent and successful results
on this subject. We have concentrated our efforts in the synthesis
and free radical cyclization of triazole derivatives (8,
10, 14, 18 and 22) of type B, positioned at C3 in β-orientation
(Fig. 2), readily obtained from commercially available
1,2:5,6-bis-O-isopropylidene-α-D-allofuranose (4).
The radical precursor 8 has been prepared by standard
methodologies from the starting material 4. The 4,5-diethyl
carboxylate 1,2,3-triazole was located at C3’ by a clean and
high yielding 1,3-DC of azide 5 [12, 13] with diethyl acetylenedicarboxylate
(Fig. 3) [14]. To our great satisfaction, free
radical cyclization [15] of compound 8 under the usual conditions
[16], using tributyltin hydride or tris(trimethysilyl)silane
as initiator, gave the fused azole-piperidinose 9 in good yield
(54% and 72%, respectively) [16]. The analytical and spectroscopic
data of this compound clearly supported the structure,
showing that the 6-exo-trig cyclization has ocurred into C5, a
tetrasubstituted carbon of the 4,5-diethyl dicarboxylate-1,2,3-
triazole, with subsequent decarboxylation and aromatization.
This is the first example described in the literature showing a
Fig. 3. Reagents: i. (a) TsCl, py, rt (95%); (b) NaN 3 , DMF, 135°C
(95%); ii. Diethyl acetylenedicarboxylate, toluene, 100°C (97%); iii.
AcOH, H 2 O (7:3), rt (97%); iv. (a) TsCl, py (87%); (b) Nal, DMF
(88%); v. (from 8) Bu 3 SnH, toluene (0.02M) (55%); vi. (from 8)
[(CH 3 ) 3 Si] 3 SiH, toluene (0.02M) (72%); (from 10) [(CH 3 ) 3 Si] 3 SiH,
toluene (0.02M) (94%); vii. Ac 2 O, py (93%).
Fig. 4. Reagents: i. AcOH, H 2 O (7:3), rt (95%); ii. CBr 4 PPh 3 , dry
THF (89%); iii. Diethylacetylenedicarboxylate, toluene, ∆; iv.
[(CH 3 ) 3 Si] 3 SiH, toluene (0.02M).

Synthesis of Fused Azole-Piperidinoses: A Free Radical Cyclization Approach 85
Fig. 5. Reagents: i. Methyl propiolate, toluene, heat; ii. (from 16) (a)
AcOH, H 2 O (7:3), (99%); (b) CBr 4 PPh 3 , dry THF (89%); iii.
[(CH 3 ) 3 Si] 3 SiH, toluene (0.02M) (56%).
Fig. 6. Reagents: i. TsCl, py, rt (59%); ii. 1,2,4-triazole, NaH, 18-
crown-6, DMF, ∆, 2 days (81%); iii. (a) AcOH, H 2 O (7:3), rt (96%);
(b) TsCl, py, rt (90%); (c) Nal, DMF (71%); iv. [(CH 3 ) 3 Si] 3 SiH,
toluene (0.02M).
free radical cyclization onto a 1,2.3-triazole heterocyclic system
and the first example of a free radical cyclization onto an
heterocycle containing a sugar template.
Obviously, this result supported our projected strategy for
the synthesis of new and different fused azole-piperidinoses.
Consequently, the acetylated precursor 10, submitted to the
same experimental conditions, gave the azaannulated sugar 11
in an impressive 94% yield (Fig. 3).
For the sake of efficiency and economy, we studied the
“one-pot-two-steps” protocol and the 1,3-DC followed by the
radical cyclization in the same solvent (toluene), on compound
13 [16], readily prepared from azide 12 (Fig. 4). In fact, the
expected intermediate 14 afforded a compound, identical to 9
(Fig. 3), in good overall chemical yield (60%) plus the reduced
uncyclized material 15 (24%). This by-product was detected
only in traces in the cyclization of precursor 8 (Fig. 3). This fact
reflects the superior ability of iodides regarding bromides to
promote efficient free radical chain reactions [15].
The interesting results obtained in the cyclization of intermediates
8, 10 and 14 are noteworthy, and moved us to test
analogous protocols in precursors 18 (Fig. 5) and 22 (Fig. 6),
having at C3’-β a carbomethoxy monosubstituted N-1,2,3-triazole
or a N-1,2,4-triazole, respectively.
The synthesis of compound 18 has been achieved as
shown in Fig. 5. After 1,3-DC of the azide 5 with methyl propiolate,
major cycloadduct 16 [17] was isolated and transformed
into 18 by standard methodology. The 6-exo free radical
cyclization proceeded as expected giving the fused triazole
19 in 56% yield. This compound showed spectroscopic data in
agreement with this structure, very similar to those observed
for the analogous adduct 9 (Fig. 3).
Finally, the N-1,2,4-triazole intermediate 22 was prepared
and cyclized as shown in Fig. 6. In this case the heterocyclic
ring has been incorporated into the sugar by a S N 2 displacement
of the tosylate [10] with 1,2,4-triazole in intermediate
20. The 6-exo cyclization product 23 was obtained in 50%
yield [16]. This product is the result of the attack of the primary
radical to C5, instead of N2, with final aromatization.
Comparing with the better yield obtained in the cyclization of
precursor 8 (Fig. 3), it is evident the positive effect of the carboxylate
groups attached to the heterocycle [15].
A probable mechanism for the series of events observed
in the free radical cyclization of products 8 or 10 is showed in
Fig. 7. The formation of aromatic products (9, 11) after carbon
Fig. 7. Proposed mechanism for the cyclization of compounds 8 or 10.

86 Rev. Soc. Quím. Méx. Vol. 43, Núms. 3, 4 (1999) José Marco-Contelles and Carolina Alhambra Jiménez
dioxide and radical ethyl elimination is a strong driving force
that accounts for the efficiency of the free radical cyclizations,
securing long chain radical reactions [15]. This proposal is
similar to the mechanism advanced by Bowman for the
cyclization of radicals derived from 1-(ω-benzeneselenylalkyl)-,
2-(benzenesulfenyl)-benzimidazoles and 2-(p-toluenesulfonyl)imidazoles
[18].
In summary, a new strategy has been reported for the synthesis
of fused azole-piperidinoses featuring an unprecedented
and very efficient 6-exo-trig free radical cyclization onto triazole
nucleus installed at C3, in conveniently functionalized
furanose templates.
Acknowledgments
JMC warmly thanks Miss Mercedes Rodríguez Fernández for
the great effort in summarizing the not available C. A.
Jiménez’s report activity regarding all the experimental material
and the spectroscopic analysis-assignments; for recording
25
some NMR spectra, for the determination of [α] D
and melting
points of some of the compounds described here.
References and Notes
1. (a) Heightman, T. D.; Vasella, A.; Tsitsanou, K. E.; Zographos, S.
E.; Skamnaki, V.; Oikonomakos, N. G. Helv. Chim. Acta 1998, 81,
853; (b) Ermett, P.; Vasella, A. Helv. Chem. Acta 1991, 74, 2043.
2. Krülle, T. M.; de la Fuente, C.; Pickering, L.; Aplin, R. T.;
Tsitsanou, K. E.; Zographos, S. E.; Oikonomakos, N. G.; Nash,
R. J.; Griffiths, R. C.; Fleet, G. W. J. Tetrahedron Asymmetry
1997, 8, 3807.
3. Aoyama, T.; Naganawa, H.; Suda, H.; Uoptani, K.; Aoyagi, T.;
Takeuchi, T. J. Antibiot. 1992, 45, 1557.
4. Elbein, A. D. Ann. Rev. Biochem. 1987, 56, 497.
5. Bols, M. Acc. Chem. Res. 1998, 31, 1.
6. (a) Frankowski, A.; Seliga, C.; Bur, D.; Streith, J. Helv. Chem.
Acta 1991, 74, 934; (b) Frankowski, A.; Deredas, D.; Streith, J.;
Tschamber, T. Tetrahedron 1998, 54, 9033.
7. Granier, T.; Gaiser, F.; Hintermann, L.; Vasella, A. Helv. Chem.
Acta 1997, 80, 1443.
8. (a) Marco-Contelles, J.; Destabel, C.; Gallego, P.; Chiara, J. L.;
Bernabé, M. J. Org. Chem. 1996, 61, 1354; (b) Marco-Contelles,
J.; Gallego, P.; Rodríguez-Fernández, M.; Khiar, N.; Destabel,
C.; Bernabé, M.; Martínez-Grau, A.; Chiara, J. L. J. Org. Chem.
1997, 62, 7397.
9. For a review on annulated sugars, see: Marco-Contelles, J.;
Alhambra, C.; Martínez-Grau, A. Synlett 1998, 693 (For a
Corrigendum on this paper, see: Marco-Contelles, J.; Martínez-
Grau, A. Synlett 1999, 376). Leading references on the synthesis
of azaannulated sugars: (a) Majumdar, S.; Bhattacharjya, A.;
Patra, A. Tetrahedron Lett. 1997, 38, 8581; (b) Czernecki, S.;
Ayadi, E.; Xie, J. Tetrahedron Lett. 1996, 37, 9193; (c) Xi, Z.;
Glemarec, C.; Chattopadhyaya, C. Tetrahedron 1993, 49, 7525.
10. (a) Nair, V.; Nuesca, Z. M. J. Am. Chem. Soc. 1992, 114, 7951;
(b) Verheggen, I.; Van Aerschot, A.; Toppet, S.; Snoeck, R.;
Janssen, G.; Balzarini, J.; De Clercq, E.; Herdewijn, P. J. Med.
Chem. 1993, 36, 2033.
11. Free radical cyclization on conveniently functionalized indoles:
(a) Moody, C. J.; Norton, C. L. Tetrahedron Lett. 1995, 36, 9051;
imidazoles and benzimidazoles: (b) Aldabbagh, F.; Bowman, W.
R. Tetrahedron Lett. 1997, 38, 3793; (c) Aldabbagh, F.; Bowman,
W. R. Tetrahedron 1999, 55, 4109; pyrroles: (d) Aldabbagh, F.;
Bowman, W. R.; Mann, E. Tetrahedron Lett. 1997, 38, 7937.
12. Chen, H. C.; Guo, Z.; Liu, H.-W. J. Am. Chem. Soc. 1998, 120,
9951.
13. For the synthesis of 3’-(1,2,3-triazol-1-yl)-3’-deoxythimidines
from the corresponding azido derivative by 1,3-DC: Häbich, D.;
Barth, W. Heterocycles 1989, 29, 2083.
14. (a) Lwowski, W. in 1,3-Dipolar Cycloaddition Chemistry, ed.,
Padwa, A., Wiley-Interscience, New York, 1984, Vol. 1, p. 559;
(b) For an excellent review on asymmetric 1,3-DC, see: Gothelf,
K. V.; Jorgensen, K. A. Chem. Rev. 1998, 98, 863.
15. (a) Giese, B. Radicals in Organic Synthesis: Formation of Carbon-Carbon
Bonds, Pergamon Press, New York, 1986. (b)
Curran, D. P. Synthesis 1988, 417, 489. (c) Beckwith, A. L. J.;
Schiesser, C. H. Tetrahedron 1985, 41, 3925. (d) Jasperse, C. P.;
Curran, D. P.; Fevig, T. L. Chem. Rev. 1991, 91, 1237. (e)
RajanBabu, T. V. Acc. Chem. Res. 1991, 24, 139. (f) Motherwell,
W. B.; Crich, D. Free Radical Chain Reactions in Organic
Synthesis; Academic Press, London, 1992.
16. General method for free radical cyclizations: To a solution of
the radical precursor (8, 10, 22) (1 equiv) in toluene (0.02 M),
previously purged with argon during 30 min, a solution of tributyltin
hydride or tris(trimethylsilyl)silane (1.4 equiv) and AIBN
(0.03 equiv) was slowly added (1 h) at reflux, under argon, via a
syringe pump. After heating for 1 h more, the flask was cooled,
the solvent was evaporated and the residue submitted to flash
chromatography, eluting with hexane/ethyl acetate mixtures to
give the final product (9, 11, 23). “One-pot-two-steps” radical
cyclization protocol in compound 13: Compound 13 (100 mg,
0.32 mmol) was dissolved in toluene (1.2 mL) and treated with
diethyl acetylenedicarboxylate (57 mg, 0.32 mmol). The mixture
was heated under reflux for 4 h. Additional toluene was added
(13.6 mL, 0.02 M) and argon was bubbled into the solution for 20
min. A solution of tris(trimethylsilyl)silane (121 mg, 0.49 mmol,
1.5 equiv) and AIBN (5 mg) in toluene (0.15 mL) was slowly
added (40 min), under reflux and argon. The mixture was heated
for 17 h and more tris(trimethylsilyl)silane (121 mg, 0.49 mmol,
1.5 equiv) plus AIBN (5 mg) were added. After 6 h the mixture
was cooled to room temperature, the solvent was evaporated and
the residue submitted to flash chromatography (hexane/ethyl
acetate, 20/80) to give 9 (61 mg, 60%) and the reduced uncyclized
material 15 (25 mg, 24%).
Selected spectroscopic data
Compound 9: mp 154-156 °C; [α]
25
D
-44 (c 0.35, CHCl 3 ); IR
(KBr) υ 3600-3200, 3460, 2990, 2920, 1735, 1380, 1190, 1080
cm –1 ; 1 H NMR (300 MHz, CDCl 3 ) δ 5.79 (d, J = 3.6 Hz, 1 H,
H1), 5.11 (d, J = 3.6 Hz, 1 H, H2), 4.97 (d, J = 3.6 Hz, 1 H, H3),
4.89 (br s, 1 H, H4), 4.42 (q, J = 7.1 Hz, 2 H, COOCH 2 CH 3 ),
4.20 (m, 1H, H5), 3.69 (dd, J 6,6’ = 16.9 Hz, J 5,6 = 5.7 Hz, 1 H,
H6), 3.00 (dd, J 5,6’ = 11.0 Hz, 1H, H6’), 2.34 (d, J = 9.6 Hz, 1 H,
OH), 1.60 and 1.36 [s, s, 3 H, 3 H, OC(CH 3 ) 2 O], 1.41 (t, 3 H,
COOCH 2 CH 3 ); 13 C NMR (75 MHz, CDCl 3 ) δ 160.9
(COOCH 2 CH 3 ), 137.5 (C8)*, 135.3 (C7)*, 113.1 [OC(CH 3 ) 2 O],
104.8 (C1), 84.3 (C2), 76.8 (C4), 65.1 (C3), 63.7 (C5), 61.1
(COOCH 2 CH 3 ), 26.5 and 26.2 [OC(CH 3 ) 2 O], 25.2 (C6), 14.3
(COOCH 2 CH 3 ) (* these values can be interchanged); MS (70
eV) m/z 326 (M + +1, 27), 310 (M + -15, 100), 280 (17), 250 (8),
209 (24), 184 (21), 152 (15), 107 (24), 85 (18) , 59 (28). Anal.
C 14 H 19 N 3 O 6 . Calcd: C, 51.69; H, 5.89; N 12.92. Found: C,
51.48; H, 5.71; N 13.01. Compound 11: mp 78-80 °C; [α]
25
D
-48
(c 0.56, CHCl 3 ); IR (KBr) υ 2960, 2900, 1735, 1720, 1460, 1360,
1265, 1080 cm –1 ; 1 H NMR (300 MHz, CDCl 3 ) δ 5.79 (d, J = 3.6
Hz, 1 H, H1), 5.29 (m, 1 H, H5), 5.26 (d, J = 3.6 Hz, 1 H, H2),
5.01 (d, J = 3.6 Hz, 1 H, H3), 4.90-4.87 (br s, 1 H, H4), 4.41 (q, J
= 7.1 Hz, 2 H, COOCH 2 CH 3 ), 3.65 (dd, J 6,6’ = 14.0 Hz, J 5,6 = 4.7

Synthesis of Fused Azole-Piperidinoses: A Free Radical Cyclization Approach 87
Hz, 1 H, H6), 3.14 (dd, J 5,6’ = 9.4 Hz, 1H, H6’), 1.57 and 1.34 [s,
s, 3 H, 3 H, OC(CH 3 ) 2 O], 1.39 (t, 3 H, COOCH 2 CH 3 ); 13 C NMR
(75 MHz, CDCl 3 ) δ 170.1 (OCOCH 3 ), 160.8 (COOCH 2 CH 3 ),
136.8 (C8)*, 135.6 (C7)*, 113.0 [OC(CH 3 ) 2 O], 105.1 (C1), 83.7
(C2), 74.4 (C4), 66.0 (C5), 64.0 (C3), 61.2 (COOCH 2 CH 3 ), 26.4
and 26.1 [OC(CH 3 ) 2 O], 21.9 (C6), 20.9 (OCOCH 3 ), 14.3
(COOCH 2 CH 3 ) (* these values can be interchanged). Anal.
C 16 H 21 N 3 O 7 . Calcd: C, 52.31; H, 5.76; N, 11.44. Found: C,
52.14; H, 5.72; N 11.31. Compound 23: Oil; [α]
25
D
-40 (c 0.25,
CHCl 3 ); 1 H NMR (300 MHz, CDCl 3 ) δ 7.92 (s, 1 H, H8), 5.79
(d, J = 3.6 Hz, 1 H, H1), 5.11 (d, J = 3.6 Hz, 1 H, H2), 4.88 (br s,
1 H, H4), 4.69 (d, J = 3.8 Hz, 1 H, H3), 4.25 (m, 1 H, H5), 3.35
(dd, J = 16.3 Hz, J = 5.7 Hz, 1 H6), 3.00 (dd, J= 11.2 Hz, 1 H6’),
2.68 (br s, 1 H, OH), 1.58 and 1.35 [s, s, 3 H, 3 H, OC(CH 3 ) 2 O];
13 C NMR (75 MHz, CDCl 3 ) δ 152.7 (C8)*, 151.0 (C7)*, 112.8
[OC(CH 3 ) 2 O], 104.9 (C1), 83.6 (C2), 77.4 (C4), 65.7 (C3), 63.5
(C5), 27.7 (C6), 26.6 and 26.2 [OC(CH 3 ) 2 O]} (* these values can
be interchanged).
17. The 1,3-DC of azides with monosubstituted acetylenes gives
major 4-substituted derivatives, that can be identified by 1 H
NMR spectroscopy: Alonso, G.; García-López, M. T.; García-
Muñoz, G.; Madroñero, R.; Rico, M. J. Heterocycl. Chem. 1970,
7, 1269.
18. Ref. 11b, c. See also: (a) Antonio, Y.; de la Cruz, M. E.; Galeazzi,
E.; Guzmán, A.; Bray, B. L.; Greenhouse, R.; Kurz, L. J.; Lustig,
D. A.; Maddox, M. L.; Muchowski, J. M. Can. J. Chem. 1994, 72,
15; (b) Curran, D. P.; Yu, H.; Liu, H. Tetrahedron 1994, 50, 7343;
(c) Rosa, A. M.; Lobo, A. M.; Branco, P. S.; Prabhakar, S.;
Pereira, A. M. D. L. Tetrahedron 1997, 53, 269.

Revista de la Sociedad Química de México, Vol. 43, Núms. 3, 4 (1999) 88-92
Investigación
Metabolitos secundarios y macromoléculas en el estudio evolutivo
de la flora vascular endémica del archipiélago Juan Fernández
Eduardo Ruiz y Mario Silva
Laboratorio de Química de Productos Naturales, Departamento de Botánica, Facultad de Ciencias Naturales y Oceanográficas,
Universidad de Concepción, Casilla 160-C, Concepción, Chile. E-mail: eruiz@udec.el. Fax: 056-41-246005.
Trabajo dedicado a la memoria de la Dra. Lydia Rodríguez-Hahn
Resumen. Las islas del Archipiélago Juan Fernández, en Chile, son escenario
apropiado para la realización de estudios evolutivos y de modos de especiación.
Se hace una reseña sucinta sobre la flora de Juan Fernández y su evolución.
La especiación de la flora procedió por diferentes rutas. Los datos químicos
referentes a los metabolitos secundarios (macromoléculas, flavonoides,
terpenoides y alcaloides) de varios taxa (Dendroseris, Robinsonia, Erigeron,
Gunnera, Peperomia, Lactoris, Rhaphithamnus, Chenopodium, i.a.). son analizados
y correlacionados con características morfológicas y variabilidad vegetal.
Se concluye que la información obtenida a través del uso de compuestos
químicos en sistemática y evolución es extremadamente importante.
Palabras clave: Archipiélago Juan Fernández, flora endémica, evolución, especies
vegetales, metabolitos secundarios.
Abstract. The islands of the Juan Fernández archipelago, in Chile, are an
appropriated scenary for evolutionary studies and differentiation pathways. A
brief review of the Juan Fernandez flora and its evolution is described. Differentiation
of the flora proceeded by different pathways. Chemical data regarding
to secondary metabolites (macromolecules, flavonoids, terpenoids and
alkaloids) of several taxa (Dendroseris, Robinsonia, Erigeron, Gunnera, Peperomia,
Lactoris , Rhaphithamnus, Chenopodium, i.a) are correlated with morphological
features and variability of the plants. It is concluded that the information
provided through the use of chemical constituents in systematics and
evolution is quite important.
Keywords: Juan Fernández archipelago, endemic flora, evolution, plant
species, secondary metabolites.
Introducción
El origen de las angiospermas ocurrió hace 127 millones de
años [1]. Durante este período han evolucionado originando
un alto número de especies que han sido capaces de colonizar
los más variados ambientes, desplazando a las gymnospermas
y pteridofitas que dominaron en épocas geológicas anteriores.
En el mundo, son pocos los escenarios que nos brinden la
oportunidad de realizar estudios evolutivos y modos de especiación.
Sin embargo, el caso de las islas oceánicas, la mayoría
de origen volcánico y que nunca han tenido contacto con
masas continentales, se transforman en laboratorios naturales
para tales estudios. Aquí las corrientes marinas y las aves han
tenido especial importancia en el establecimiento de la vegetación
que exhiben en la actualidad [2].
El Parque Nacional Archipiélago de Juan Fernández está
ubicado geográficamente a 667 km frente a las costas de Chile
(33° 37' S, 78° 53' W) y está constituido por 3 islas, Robinson
Crusoe (ex Masatierra), Alejandro Selkirk (ex Masafuera) y
Santa Clara, un pequeño islote ubicado a 1.5 km al sur oeste
de Masatierra [3]. En la Fig. 1, se muestra la localización geográfica
del archipiélago de Juan Fernández.
Primeros trabajos sobre la flora de Juan Fernández
El primer trabajo extenso sobre la flora de Juan Fernández fue
el de Federico Johow en 1896 [4] titulado “Estudios sobre la
flora de Juan Fernández”, donde dio a conocer 236 especies
para el archipiélago, entregando descripciones completas de
muchas de ellas, sinonimias, datos de dispersión, hábitats, etc.
Sin duda, los trabajos más importantes realizados sobre la
vegetación de Juan Fernández son los de Carl Skottsberg [5,6],
quien publicó la obra “The Natural History of Juan Fernandez
and Easter lslands”. Esta obra consta de tres volúmenes, el
primero trata de la geografía, geología y orígenes de la vida en
las Islas, haciendo referencia a las conexiones que existen
entre la flora de Juan Fernández y la flora continental, donde
se encontraron relaciones con el cono sur de América del Sur,
pero también con Nueva Zelandia, Australia, Tasmania y el
sur de África. El segundo volumen da a conocer la flora de
Juan Fernández, incluyendo grupos de plantas inferiores y
hongos, reconociendo la existencia de 147 especies de angiospermas
nativas y 53 especies de helechos. El tercer volumen
corresponde a zoología.
Estudios evolutivos sobre la flora
de Juan Fernández
Desde los trabajos de Skottsberg hasta la fecha, se han realizado
numerosas investigaciones sobre la flora de Juan Fernández
y su evolución. Entre estas investigaciones, destacan aquellas
efectuadas desde 1980 por los departamentos de Botánica de
la Universidad de Concepción, Chile y de la Universidad del
estado de Ohio, USA. Este grupo de científicos ha efectuado 9

Metabolitos secundarios y macromoléculas en el estudio evolutivo de la flora vascular endémica del archipiélago Juan Fernández 89
expediciones al archipiélago, y fruto de estas investigaciones
son las numerosas publicaciones, principalmente de taxonomía,
evolución y química de las compuestas arbóreas endémicas,
de los géneros Dendroseris y Robinsonia que allí crecen.
Sanders et al. [7] documentaron 3 principales cambios
que han ocurrido en la flora de Juan Fernández desde los trabajos
de [5].
Primero, varias especies que en décadas pasadas eran frecuentes,
en la actualidad son muy escasas, tanto así que fue
imposible encontrarlas en lugares donde habían sido colectadas
anteriormente, tales como las compuestas arbóreas y
Juania australis (chonta). La razón de esto es la depredación
que sufren por las casi 5000 cabras salvajes que habitan las
islas y además por la tala ilegal de la chonta para extraer su
hermosa madera.
Segundo, ha habido un gran incremento en la superficie
invadida por “malezas” muy agresivas, tales como: Aristotelia
chilensis (maqui), Rubus ulmifolius (zarzamora), Ugni molinae
(mutilla) y Anthoxanthum odoratum. Esta situación ha ido en
aumento desde la publicación de este trabajo hasta la fecha,
detectándose la presencia de nuevas especies invasoras [8].
Otro notorio cambio es el aumento de la superficie estéril
y seca, producto del sobrepastoreo y pisoteo por los mamíferos
domésticos que se han introducido en las islas; así la cubierta
vegetal es menos capaz de retener agua de las lluvias,
las cuales arrastran la tierra hacia las partes más bajas, produciendo
erosión y grandes cárcavas. Los animales que han
puesto en seria amenaza la flora nativa y endémica de las islas
son cabras, conejos, vacas, coatíes y ovejas.
Otro trabajo sobre evolución de la flora de Juan Fernández
es el de Sanders et al. [9], donde se dio a conocer el número de
cromosomas de varias especies de plantas vasculares endémicas
de las islas, como una primera aproximación para entender
la estructura cromosomal y eventos que podrían haber
dado origen a patrones de especiación, involucrando principalmente,
aneuploidía y euploidía. Se efectuaron 41 conteos
cromosómicos para 26 especies y/o variedades correspondientes
a seis géneros. Un resultado importante de este
estudio fue la no detección de líneas poliploides
nativas en Juan Fernández; no hay alopoliploidía,
por lo tanto, la evolución reticulada no ha jugado
un papel importante en la evolución de la flora de
Juan Fernández. En este sentido concuerda con
Spooner et al. [10]. Esto hace menos complejo el
estudio de la filogenia y evolución de la flora del
archipiélago.
Un trabajo importante fue el publicado por
Stuessy y colaboradores [11] denominado “Patrones
de filogenia en la flora vascular endémica de
Juan Fernández”. Según los autores, este estudio
sirve como guía para estudios más detallados sobre
filogenia y modos de especiación.
Se mencionan aquí tres vías alternativas de
especiación que ocurrieron en Juan Fernández:
anagénesis, cladogénesis y anacladogénesis. Se
establece que el proceso más importante es la
anagénesis, en el cual una especie continental originó una especie
insular endémica de las islas a través de un sólo proceso
de dispersión, como pudo haber ocurrido con Rhaphithamnus
venustus (Verbenaceae) o Drimys confertifolia (Winteraceae).
Lo importante es que en este proceso el ancestro desaparece.
Según los autores el 71% de los casos de endemismo sufrieron
este proceso de evolución.
La anacladogénesis, término propuesto por ellos para explicar
una de las alternativas de especiación ocurridas en el archipiélago,
en la cual un progenitor origina una nueva especie,
pero este todavía existe con pocas modificaciones. Este proceso
ocurrió en el 24% de los casos estudiados, como por ejemplo
las dos especies de Cuminia. Esto es muy factible que ocurriese
debido a la corta edad de las islas, en donde la especiación de
poblaciones periféricas está ocurriendo constantemente.
Menos importante fue el rol que jugó la cladogénesis
(5% de los casos), en donde una especie originó a dos especies
insulares endémicas y luego se extinguió, como pudo haber
ocurrido con los subgéneros de Dendroseris y las dos
especies del género endémico Cuminia que crecen sólo en
Masatierra, sin existir especies continentales. Sin embargo,
un fenómeno de anacladogénesis también pudo haber ocurrido
con este género. Una importante revisión acerca de los
mecanismos de aislamiento y modos de especiación lo constituye
el trabajo de Stuessy et al. [12], donde la especiación
debido al aislamiento geográfico ha ocurrido en más del 50%
de las especies endémicas. También ha jugado un rol importante
la especiación por diferenciación ecológica debido a los
diferentes hábitats, sobre todo dentro de las islas, y particularmente
en Masafuera.
Flavonoides y macromoléculas en la evolución
de los géneros Dendroseris y Robinsonia
En los estudios evolutivos de la flora de Juan Fernández especial
atención han tenido los géneros de compuestas arbóreas
Fig. 1. Localización geográfica del archipiélago Juan Fernández. La pequeña isla al
suroeste de Masatierra es Santa Clara.

90 Rev. Soc. Quím. Méx. Vol. 43, Núms. 3, 4 (1999) Eduardo Ruiz y Mario Silva
Dendroseris y Robinsonia que constituyen los dos géneros
más grandes dentro de Juan Fernández con 11 y 7 especies,
respectivamente.
Sanders et al. [13], publicaron un trabajo de fitogeografía
y evolución de ambos géneros, considerando aspectos taxonómicos
(morfología), filogenéticos, biogeografía y de especiación.
Estos autores postulan que cada género evolucionó a
través de una sola introducción desde el continente. Probablemente
el género más relacionado a Dendroseris es Sonchus, y
para el caso de Robinsonia, el género más relacionado es Senecio.
En relación al modo de especiación de estos géneros,
los autores señalan que lo más probable que haya ocurrido es
una especiación geográfica [14], anagenética o especiación
filética, lo que es opuesto a la más típica y dicotómica cladogénesis.
En este proceso evolutivo la alopoliploidía y la hibridación
no han jugado un rol importante.
Crawford et al. [15] publicaron un estudio de la variabilidad
aloenzimática en Dendroseris, encontrando baja variación
electroforética entre las poblaciones de una misma especie.
También encontraron baja divergencia entre las especies de
los subgéneros Dendroseris y Rea, lo que se contrapone con la
alta divergencia morfológica y ecológica que existe entre
ellos. Esto sugiere que la especiación fue rápida y reciente.
Pacheco et al. [16], estudiaron los patrones de flavonoides
encontrando cierta variación entre las especies. Hay un
subgénero que no posee flavonoles; esto sugiere que este
grupo dentro del género, es monofilético, lo que concuerda
con los estudios morfológicos. La relativamente alta diversidad
en los patrones de flavonoides, estaría explicada por el
origen parafilético evidenciado por la morfología.
Estudios similares se han efectuado para Robinsonia [17],
donde los patrones de distribución de flavonoides permiten
diferenciar entre secciones y especies, coincidiendo con los
trabajos morfológicos. También se ha confirmado la inclusión
de Retinodendron dentro de Robinsonia, por la estrecha similitud
en los patrones de flavonoides. Al igual que para Dendroseris,
Crawford et al. [18] realizaron un estudio de la variabilidad
isoenzimática en Robinsonia. En este trabajo se encontró
mayor variabilidad genética que en otros taxa insulares,
debido a que son especies dioicas. Los datos sugieren, al igual
que en Dendroseris, que la especiación fue rápida y muy reciente.
Ambos géneros han sido estudiados desde el punto de
vista filogenético usando ADN cloropiastidial y nuclear (a través
del uso de espaciadores intergénicos y secuenciación de la
zona ITS del ADN ribosomal nuclear), concluyéndose que
ambos géneros han evolucionado a partir de un sólo evento
de dispersión, y se ha resuelto completamente la filogenia de
ambos grupos [19, 22]. Los resultados obtenidos con el uso
de macromoléculas son absolutamente congruentes con las filogenias
propuestas con caracteres morfológicos. Un trabajo
muy completo acerca de la radiación adaptativa y la evolución
en Dendroseris y Robisonia, así como también la variabilidad
aloenzimática intra- e inter- poblacional en las especies de
ambos géneros fue publicado por Crawford et al. [23].
Otros géneros estudiados usando flavonoides
y aloenzimas
Otro género de compuestas que ha sido estudiado evolutivamente
es Erigeron, formado por seis especies. La situación en
este caso es diferente, porque existen especies del género en el
continente. Valdebenito et al. [24] publicaron un trabajo
donde se usaron caracteres morfológicos, flavonoides y número
de cromosomas para estudiar la evolución del género en
Juan Fernández. Sus resultados sugieren que ha habido una
sola introducción desde el continente y la relación más estrecha
existe con E. leptorhizon de Perú. Como existe un mayor
número de especies en Masafuera, se podría asumir que el género
llegó a esta isla primero y luego colonizó Masatierra.
El género Myrceugenia fue estudiado por Landrum [25,
26] a través de caracteres morfológicos, encontrando mayor
relación entre la especie de Masatierra (M. fernandezíana) y
especies de Brasil y mayor relación entre especies de Chile
continental y la especies que crece en Masafuera (M. schulzei).
Ruiz et al. [27], a través del uso de flavonoides encontraron
mayor relación entre las especies insulares y las de
Chile continental que con aquellas de Brasil, estudios macromoleculares
(Ruiz et al., resultados no publicados) usando
isoenzimas y ADN (secuencia de la zona ITS del ADN ribosomal
nuclear) apoyan esta hipótesis.
Otro género donde se han usado los flavonoides para interpretaciones
filogenéticas es Gunnera (Gunneraceae), existen
tres especies de este género, dos en Masatierra, G. peltata
y G. bracteata, y una en Masafuera, G. masafuerana [28]. La
morfología y los flavonoides sirvieron para establecer relaciones
filogenéticas entre G. tinctoria de Chile continental y G.
bracteata de Masatierra, y entre G. peltata de Masatierra y
G. masafuerana de Masafuera.
Los patrones de distribución de flavonoides también fueron
usados por Valdebenito et al. [29], para estudiar la evolución
del género Peperomia (Piperaceae) en Juan Fernández;
los resultados fueron comparados con datos morfológicos y
número de cromosomas. Crawford et al [30] analizaron la variabilidad
aloenzimática de tres especies de Wahlenbergia
(Campanulaceae) y compararon con los resultados obtenidos
con caracteres morfológicos, obteniendo gran congruencia en
la separación de los dos principales grupos de especies que
habitan en Juan Fernández.
Flavonoides, aloenzimas y ADN en la evolucion y
variabilidad genética de Lactoris fernandeziana
Una especie que ha recibido especial atención corresponde al
único representante de la familia Lactoridaceae, Lactoris fernandeziana.
Esta especie es uno de los representantes más
arcaicos dentro de las angiospermas y sus relaciones filogenéticas
con otros grupos de angiospermas primitivas aún es
un misterio. Lammers et al. [31] estudiaron las relaciones sistemáticas
de esta especie con familias primitivas y encontraron
relaciones estrechas con miembros del orden Magnolia-

Metabolitos secundarios y macromoléculas en el estudio evolutivo de la flora vascular endémica del archipiélago Juan Fernández 91
les. Para contribuir con el conocimiento de las conexiones
entre L. fernandeziana y representantes de otras familias de
Magnoliidae se hicieron estudios del contenido de flavonoides
[32]. El análisis de estos compuestos, concuerdan con el hecho
de que esta especie es una de las más primitivas dentro de
las Angiospermas y, al igual que los análisis morfológicos
realizados por Lammers et al. [31] y palinológicos hechos por
Zavada et al. [33], las relaciones más estrechas se dan con representantes
del orden Magnoliales.
Brauner et al. [34] estudiaron la variación poblacional de
Lactoris usando ADN nuclear a través de la técnica de RAPD.
Al igual que lo que ocurre con la mayoría de las especies endémicas
de Juan Fernández, la variabilidad genética detectada
a través de este método fue mínima.
Otras especies de interés
Géneros representados por una sola especie en el archipiélago
también han sido estudiados desde el punto de vista evolutivo
y de conservación genética, usando el contenido de flavonoides
y aloenzimas.
Crawford et al. [35] analizaron la diversidad genética de
Rhaphithamnus venustus a través de electroforesis de isoenzimas.
Recientemente, Sun et al. [36] estudiaron la evolución de
esta especie usando información de su biología reproductiva.
Stuessy et al [37] compararon la secuencia nucleotídica de la
zona ITS del ADN ribosomal nuciar entre esta especie y su
pariente continental R. spinosus, no encontrando varibilidad
entre ambos, lo que podría indicar una especiación reciente de
la especies insular.
La variabilidad genética, representada por la variación en
el contenido aloenzimático, entre y dentro de poblaciones de
una misma especie ha sido mínima, como ocurre con Chenopodium
sanctae-clarae [23]. En la actualidad esta especie no
se encuentra en su hábitat natural (isla Santa Clara), sólo se le
puede encontrar creciendo cultivada, en parques y jardines en
Masatierra.
ADN en la detección de híbridos naturales
en Juan Fernández
A través de la técnica de RAPD, se ha podido documentar la
existencia de hibridación intergenérica entre la especies endémica
Margyricarpus digynus y la especie introducida
Acaena argentea [38]. Los patrones amplificación muestran
claramente el origen híbrido de X Margyricaena skottsbergii.
Terpenoides y alcaloides en especies endémicas
de Juan Fernández
Estudios químicos donde se han aislado numerosos metabolitos
secundarios de interés en sistemática y evolución se han
llevado a cabo en distintas especies de Juan Fernández, como
por ejemplo terpenos del género Gunnera [39, 40]; terpenos
del género Robinsonia [41, 42]; sesquiterpenlactonas de Dendroseris
neriifolia [43, 44]; alcaloides de las especies de Sophora
[45] Estos resultados están siendo correlacionados con
características morfológicas, variabilidad isoenzimática y polimorfismo
del ADN, para interpretaciones evolutivas y con
fines de conservación.
Generalizaciones hechas sobre la base
de los diferentes conjuntos de datos
Como resultado global de todos los estudios realizados, principalmente
sobre las compuestas insulares además de otras especies,
se han podido establecer algunas generalidades importantes:
(a) Los procesos de especiación que han ocurrido en el
archipiélago se han producido sin cambio en el número de
cromosomas [8, 9], a pesar de la marcada variabilidad morfológica
que presentan algunos géneros, como por ejemplo Dendroseris.
(b) El grado de divergencia genética ha sido mínima,
como ha ocurrido con Lactoris fernandeziana y Chenopodium
sancta-clarae [34, 46]. Para este último caso la variabilidad se
ha medido usando isoenzimas y RAPD. Robinsonia es el único
género endémico que ha mostrado variación infraespecífica
[18], tal vez porque las especies son dioicas, contribuyendo
así a la mantención de la variabilidad genética. (c) La hibridación
no ha jugado un rol importante en la evolución de las especies
de Juan Fernández, sólo dos casos de hibridación se
han documentado: entre Gunnera peltata y G. bracteata [47]
y entre Margyricarpus dígynus y Acaena argentea.
Conclusiones
Es indudable que la información obtenida a través del uso de
compuestos químicos en sistemática y evolución es extremadamente
importante. Para obtener un esquema, realmente natural,
es necesario obtener la mayor cantidad de datos posibles
desde un individuo, población o especie (distinto conjunto de
datos). Si bien es cierto que los primeros estudios se llevaron
a cabo a través de la observación detallada de caracteres morfológicos,
a medida que ha transcurrido el tiempo se han ido
implementando otras herramientas aplicables a estudios taxonómicos
y evolutivos, tales como metabolitos secundarios
(principalmente flavonoides) y macromoléculas, tales como
isoenzimas y ADN. El uso de estos nuevos tipos de datos nos
brinda la oportunidad de obtener caracteres internos y hacer
comparaciones directamente con el material genético de un
organismo. Como lo precisó Crawford y Gianassi [48] y ratificó
Crawford [49] “Siempre se ha tratado de inferir diferencias
y similitudes genéticas a través del uso de características
morfológicas, lo ideal sería comparar directamente con el material
hereditario.”
Además, el uso de las isoenzimas y ADN tienen una importancia
práctica importante, ya que con el perfeccionamien-

92 Rev. Soc. Quím. Méx. Vol. 43, Núms. 3, 4 (1999) Eduardo Ruiz y Mario Silva
to de las técnicas moleculares, las cantidades de material biológico
a utilizar son extremadamente pequeñas, lo que adquiere
relevancia cuando se está estudiando variabilidad genética
en especies raras o en peligro de extinción.
Agradecimientos
Se agradece el apoyo financiero de Fondecyt (Proyectos
1093/83, 1087/84, 0652/89, 1960822 y 79 600-15) Dirección
de Investigación, Universidad de Concepción, Chile, National
Science Foundation, a los Drs. Tod Stuessy y Daniel Crawford,
a Corporación Nacional Forestal (CONAF, V Región,
Chile), y CONAF Juan Fernández.
Referencias
1. Raven, P. H.; Evert, R. F.; Eichorn, S. E., en: Biology of Plants.
5ª. Ed., Worth Publishers Inc., New York, 1992, 791.
2. Carlquist, S., en: Island Biology. Columbia University Press,
New York, 1974, 660.
3. Hoffmann, A. J.; Marticorena, C. La Vegetación de las Islas
Oceánicas Chilenas. 1987, 130-165, en: Castilla, J. C.; Oliva, D.
(Eds.) Islas Oceánicas Chilenas: Conocimiento Científico y Necesidades
de Investigaciones. Ediciones Universidad Católica de
Chile.
4. Johow, F., Estudios sobre la Flora de Juan Fernández. Imprenta
Cervantes, Santiago, Chile, 1896, 287.
5. Skottsberg, C., The Phanerogams of the Juan Fernández Islands.
The Natural History of Juan Fernández and Eastern Islands, Vol.
2, 1992, 95-240.
6. Skottsberg, C., Derivation of the Flora and Fauna of Juan Fernández
and Eastern Islands. Nat. Hist. Juan Fernández and Eastern
Islands, Vol. 1, 1956, 193-405.
7. Sanders, R. W.; Stuessy, T. F.; Marticorena, C. Taxon 1982, 31,
284-289.
8. Matthei, O.; Marticorena, C.; Stuessy, T. B. Gayana Bot. 1993,
50, 69-110.
9. Sanders, R. W.; Stuessy, T. F.; Rodríguez, R. Am. J. Bot. 1983,
70, 799-810.
10. Spooner, D. M.; Stuessy, T. F.; Crawford, D. J.; Silva, M. Rhodora
1987, 89, 351-356.
11. (a) Stuessy, T. F. Plant Taxonomy. Columbia Univ. Press. New
York 1990. (b) Stuessy, T. F.; Crawford, D. J.; Marticorena, C.
Syst. Bot. 1990, 15, 338-344. (c) Stuessy, T. F.; Marticorena, C.;
Rodríguez, R.; Crawford, D. J.; Silva, M. Aliso 1992, 13, 297-
307. (d) Stuessy, T. F.; Sanders, R. W.; Silva, M. Phytogeography
and Evolution of the Flora of the Juan Fernández Islands. A
Progress report, in: Radovsky, F. J.; Raven, P. H.; Sohmer, S. H.
(eds), Biogeography of the Tropical Pacific. Assoc. Syst. Coll.
and B. P. Bishop Museum, Lawrence, Kansas, 1984
12. Stuessy, T. F.; Foland, K. A, Sutter, J. F.; Sanders, R. W.; Silva,
M. Science 1984, 225, 49-51.
13. Sanders, R. W.; Stuessy, T. F.; Marticorena C.; Silva, M. Opera
Bot. 1987, 92, 195-215
14. Grant, V. Plant Speciation, Columbia Univ. Press, New York,
1971, 435
15. Crawford, D.J.; Stuessy, T. F.; Silva, M. Syst. Bot. 1987, 12, 435-
443.
16. Pacheco, P.; Crawford, D. J.; Stuessy, T. F.; Silva, M. Amer. J.
Bot. 1991, 78, 534-543
17. Pacheco, P.; Crawford, D. J.; Stuessy, T. F.; Silva, M. Amer. J.
Bot. 1985, 72, 989-998.
18. Crawford, D.J.; Stuessy, T. F.; Haines, D. W.; Cosner, M. B.; Silva,
M.; López, P. Amer J. Bot. 1992, 79, 962-966
19. Crawford, D.; Stuessy, T. F.; Cosner, M. B.; Haines, D. W.;
Silva, M.; Baeza, M. Syst. Bot. 1992, 17, 676-681
20. Crawford, D. J.; Stuessy, T. F.; Cosner, M. B.; Haines, D. W.;
Silva, M. Plant Syst. Evol. 1993, 184, 233-239.
21. Sang, T.; Crawford, D. J.; Kim, S.; Stuessy, T. F. Amer. J. Bot.
1994, 81, 1494-1501.
22. Sang, T.; Crawford, D. J.; Stuessy, T. F.; Silva, M. Syst Bot.
1995, 20, 55-64.
23. Crawford, D. J.; Stuessy, T. F.; Silva, M. Biochem. Syst. Ecol.
1988, 16, 279-284.
24. Valdebenito, H.; Stuessy, T. F.; Crawford, D. J. Syst. Bot. 1992,
17, 470-480.
25. Landrum, L. FI. Neotrop. Monogr. 1981, 29,1-135
26. Landrum, L. Brittonia 1981, 33, 105-129
27. Ruiz, E.; Becerra, J.; Silva, M.; Crawford, D. J.; Stuessy, T. F.
Brittonia 1994, 46, 187-193
28. Pacheco, P.; Crawford, D. J.; Stuessy, T. F.; Silva, M. Gayana
Bot. 1993, 50, 17-30
29. Valdebenito, H.; Stuessy, T. F.; Grawford, D. J.; Silva, M. Plant
Syst. Evol. 1992, 182, 107-119.
30. Crawford, D. J.; Stuessy, T. F.; Lammers, T. G; Silva, M. Bot.
Gazette (Crawfordsville) 1990, 151, 119-124.
31. Lammers, T. G.; Stuessy, T. F.; Silva, M. PI. Syst. Evol. 1986,
152, 243-266.
32. Crawford, D. J.; Stuessy, T. F.; Silva, M. Pl. Syst. Evol. 1986,
153, 133-139.
33. Zavada, M. S.; Taylor, T. N. PI. Syst. Evol. 1986, 154, 31-39.
34. Brauner, S.; Crawford, D.; Stuessy, T. F. Amer. J. Bot. 1992, 79,
1436-1439.
35. Crawford, D. J.; Stuessy, T. F.; Rodríguez, R.; Rondanelli, M.
Buil. Torrey Bot. Club 1993, 120, 23-28.
36. Sun, B. Y.; Humaña, A. M.; Crawford, D. J.; Riveros, M. Pacífíc
Science 1996, 50, 55-65
37. Stuessy, T. F.; Crawford, D. J.; Sang, T.; Rodriguez, R. Amer J.
Bot. (6, suppl.), 1994, 190. Abstr.
38. Crawford, D. J.; Brauner, S.; Cosner, M. B.; Stuessy, T. F. Amer.
J. Bot. 1993, 80, 89-92
39. Bittner, M.; Silva, M.; Rozas, Z; Jakupovic, J. Bol. Soc. Chil.
Quím. 1993, 37, 345-347
40. Bittner, M.; Silva, M.; Rozas, Z.; Japkupovic, J.; Stuessy, T. Bol.
Soc. Chil. Quím. 1994, 39, 79-83.
41. Bittner, M.; Silva, M.; Rozas, Z., Pacheco, P.; Stuessy, T.; Bohlmann,
F.; Jakupovic, J. Phytochemistry 1987, 27, 487-488.
42. Silva, M.; Bittner, M.; Rosas, Z.; Stuessy, T.; Crawford, D.;
Steglich, W. Bol. Soc. Chil. Quím. 1987, 32, 75-79.
43. Campos, V.; Silva, M.; Watson, W.; Nagi, A. Acta Cryst. 1989,
45, 678-680.
44. Campos, V, Jakupovic, J.; Bittner, M.; Silva, M.; Stuessy, T.
Heterocycles 1989, 28, 779-782
45. Hoeneisen, M.; Silva, M.; Wink, M.; Stuessy, T.; Crawford, D.
Bol. Soc. Chil. Quím. 1993, 38, 167-171.
46. Crawford, D. J.; Stuessy, T. F.; Haines, D. W.; Cosner, M. B.;
Wiens, D.; López, P. Conser. Biology 1994, 8, 277-280
47. Pacheco, P.; Stuessy, T. F.; Crawford, D. J. Pacific Sci. 1991, 45,
389-399.
48. Giannasi; Crawford, D. Evo. Biol. 1986, 20, 25-248.
49. Crawford, D. J. Plant Molecular Systematics Macromolecular
Approaches, John Wiley & Sons. New York, 1990, 388.

Revista de la Sociedad Química de México, Vol. 43, Núms. 3, 4 (1999) 93-96
Investigación
Transformaciones químicas de asclepinas ‡
Humberto Valle, Jorge Cárdenas* y Lydia Rodríguez-Hahn †
Instituto de Química de la Universidad Nacional Autónoma de México, Circuito Exterior, Ciudad Universitaria,
Coyoacán, 04510 México, D. F. Teléfono (52)5622 4413, Fax (52)5616 2217, E-mail: rjcp@servidor.unam.mx
† El presente trabajo fue el último concluido por la Dra. Lydia Rodríguez-Hahn
Resumen. La oxidación con reactivos suaves del 1,2 diol de la unidad
del azúcar de algunas asclepinas procede sin la ruptura oxidativa
del enlace C-C del glicol. Sin embargo se observa una posterior migración
[1,2] para obtener un producto de contracción de anillo en la
parte del azúcar.
Palabras clave: Asclepia linaria, cardenolidos, asclepinas, gomfósido,
oxidaciones.
Abstract. The oxidation with mild reagents of the sugar moiety of
some asclepines proceeds without oxidative cleavage of the glycol
C-C bond. Nevertheless, a further [1,2] migration to afford the ring
contraction of the sugar moiety is observed.
Key word: Asclepia linaria, cardenolides, asclepines, gomphoside,
oxidations.
Introducción
La familia Asclepiadaceae agrupa aproximadamente 2500 especies
en 200 géneros. A diferencia de otras familias, en ésta
abundan los glicósidos. En particular, los géneros Calotropis y
Asclepias, tienen amplia distribución en México y sobresalen
por la gran cantidad de productos con actividad cardiotónica
(glicósidos cardiacos ó cardenólidos) [1,2,3]. Desgraciadamente,
numerosos cardenólidos presentan actividad tóxica [4],
y se conoce el papel de defensa indirecta que desempeñan en
la naturaleza, al proveer a la mariposa monarca (Danaus plexippus)
de un mecanismo de defensa en contra de algunos depredadores
[2,3,4,5]. Otros metabolitos, por ejemplo, la labriformina
(IV), ha mostrado cierta actividad tóxica [2]. Desafortunadamente,
la pequeña cantidad de labriformina que se aísla
del látex de las plantas de la familia Asclepiadaceae (por
ejemplo, A. glaucescens), ha dificultado el estudio de la determinación
de la actividad biológica [2,6].
Las asclepinas son glicósidos cardiacos (cardenólidos)
pertenecientes a un grupo de derivados esteroidales de 23 átomos
de carbono. La mayoría de estos productos son aislados
de la familia Asclepiadaceae y están formados por un azúcar y
una aglicona. Las características importantes de la estructura
de la aglicona (o genina) son, en general, la presencia de una
γ-lactona (β-butenólida) α,β-insaturada unida al carbono C-17
del esqueleto esteroidal y un grupo oxhidrilo terciario en el
carbono C-14. Algunas geninas son portadoras de un grupo aldehído
en el carbono C-19. La mayoría de los glicósidos
‡ Contribución 1702 del Instituto de Química, UNAM.
tienen el azúcar unido en las posiciones 2α y 3β de la aglicona,
formando un hemicetal y un acetal respectivamente, lo
que los hace muy resistentes a la hidrólisis ácida [7].
Resultados y discusión
Al analizar las estructuras de las asclepinas (en particular,
gomfósido I, afrósido II y calactina III), se plantea que, si la
actividad biológica de la labriformina está determinada por la
presencia de la tiazolina en la posición 3’, entonces es posible
la transformación química de las asclepinas para obtener el
derivado 3’-tiazolidina y evaluar así dicha actividad. Estas
asclepinas muestran en su estructura un grupo 1,2-diol (posición
2’ y 3’, excepto el afrósido II que tiene dos grupos 1,2-
diol), lo que hace posible teóricamente, la oxidación del alcohol
secundario (3’-hidroxilo), para formar la hidroxicetona correspondiente
(3’-ceto). Posteriormente, se puede realizar la
formación de la 3’-tiazolidina.
La oxidación de 1,2-dioles a α-hidroxicetonas representa
una transformación que siempre tiene que superar el problema
de la oxidación del enlace C-C del glicol [8,9]. La oxidación
en las asclepinas (gomfósido I, afrósido II, calactina III) se
puede llevar a cabo adecuadamente, gracias a las técnicas actuales
conocidas para este tipo de síntesis, que evitan la fragmentación
del diol y además son regioespecíficas. La oxidación
por brominólisis de derivados estanilados [9] y la oxidación
con el ácido 2-yodoxibenzoico (IBX) [8], forman
hidroxicetonas a partir de 1,2-dioles sin romper el enlace C-C
del glicol.

94 Rev. Soc. Quím. Méx. Vol. 43, Núms. 3, 4 (1999) Humberto Valle et al.
O
O
O
O
O
Figura 1.
O H
O H
O
3'
2'
O
H
1'
O
H
H
2
3
R 1
H
H
9
12 17
H
14
O H
R 1 R 5
Gomfósido I Me H
Afrósido II Me OH
Calactina III CHO H
R 2
Figura 2.
N
O
S
O H
O
H
O
H
H
El tratamiento del gomfósido (I) con óxido de dibutilestaño
en benceno a reflujo para obtener el estanilacetal, brominólisis
de éste y posterior purificación en CC de gel de sílice
(véase parte experimental), genera un producto que por espectrometría
de masas de alta resolución corresponde a una fórmula
condensada C 30 H 44 O 9 , la cual es mayor en 30 uma que
la materia prima. En el espectro de IR se observan bandas
para oxhidrilo en 3460 cm –1 , las bandas en 1771 cm –1 y 1622
cm –1 de la β-butenólida y en 1745 cm –1 un carbonilo de éster.
El espectro de RMN 1 H (CDCl 3 ) muestra un singulete en 5.87
ppm, que se asigna al protón H-22. Se observa el sistema AB
de los protones diasterostópicos de la γ-lactona en 4.96 ppm
(J = 18 Hz y 1.5 Hz, H-21a) y en 4.78 ppm (J = 18 Hz y 1.5
Hz, H-21b). Estos datos (IR y RMN) indican que la lactona
α,β-insaturada no sufrió cambio alguno. La señal singulete del
protón H-1’ (4.89 ppm), se observa desplazada ligeramente a
campo bajo con respecto al gomfósido (4.74 ppm). En 3.57 se
observa una señal que se debe al protón H-2, desplazado a
campo alto con respecto al gomfósido (4.01 ppm). También se
asigna la señal que aparece en 3.25 ppm del protón H-3,
desplazada a campo alto con respecto al gomfósido (4.02
ppm). Una nueva señal singulete aparece en 3.79 ppm, que
integra para tres protones y que por su desplazamiento químicos
se asigna al metilo de un grupo carbometoxi (CO 2 Me),
que no se observaba en la materia prima. Además desaparece
la señal asignada al protón H-3’, que en el gomfósido aparecía
en 3.63 ppm. Estos datos indican que, efectivamente, ocurrió
alguna transformación en el carbono C-3’. Al someter a
condiciones de acetilación al producto 1 se obtiene el correspondiente
derivado diacetilado 2. En el espectro de RMN 1 H
de 2, se observa el singulete característico en 5.88 ppm, que
corresponde al protón H-22 y la parte AB del sistema ABX de
la γ-lactona α,β-insaturada en 5.01 ppm (J = 18 Hz y 1.5 Hz,
H-21a) y en 4.82 ppm (J = 18 Hz y 1.5 Hz, H-21b). Aparece
un singulete en 5.12 ppm, debido al protón H-1’, así como un
singulete que se debe a los protones del metilo del carbometoxi
(3.73 ppm). Se observan dos señales nuevas de los grupos
acetato. Una de estas señales está en 2.10 ppm (AcO-C3’) y la
otra en 2.04 ppm (AcO-C2). El protón del carbono C-2, se ve
desplazado a campo bajo (4.88 ppm). Los datos espectroscópicos
son congruentes con la estructura 1 si se considera que
en primera instancia se llevó a cabo la oxidación en C-2’, posteriormente
una migración [1,2] del C-1’ al C-3’ y la adición
de MeOH al C-2’ como se muestra en la figura 3.
Un producto similar a 1 fue obtenido por Reichstein al
tratar la calactina (III) con ácido bórico, del que obtuvo un
producto al que llamó éster metílico del ácido calactínico [10],
por lo que el producto 1 se debería llamar éster metílico del
ácido gomfosídico.
En una nueva reacción del gomfósido (I) con el óxido de
n-dibutilestaño, en la que se agregaron 2 mL de MeOH durante
el reflujo en C 6 H 6 , dio como resultado un derivado estanilado
más soluble, el cual fue oxidado al hacerse reaccionar con
la solución de bromo [11]. Durante la purificación por métodos
cromatográficos se evitó el contacto con MeOH y se obtuvo
el producto 3, que se identificó por el análisis de sus resultados
espectroscópicos. El espectro de masas corresponde a
una sustancia de fórmula C 29 H 40 O 8 . El espectro de RMN 1 H
muestra grandes semejanzas con el espectro del producto 1,
excepto que no tiene la señal que se asignó al grupo metilo del
carbometoxi. Los sistemas característicos de los grupos funcionales
como el de la β-butenólida y los que corresponden a
la aglicona se mantienen sin cambios apreciables. Se observa
un singulete en 5.04 ppm que se asigna al protón H-1’, que
está desplazado a campo bajo con respecto al gomfósido (4.74
ppm) y al producto 1 (4.89 ppm). El protón H-2 (4.85 ppm) se
desplaza a campo bajo con respecto al gomfósido (4.01 ppm)
y no a campo alto como en 1 (3.57 ppm), el desplazamiento
químico de H-2 sugiere que se encuentra geminal a un oxígeno
de un grupo éster. El protón H-3 permanece casi constante
(3.53 ppm) con respecto a 1. Estos resultados indican que,
efectivamente, se formó un producto de oxidación, pero que no
corresponde con el derivado 3’-ceto esperado. Al igual que se
propuso para el producto 1, la oxidación en C-3’ y la contracción
del anillo del azúcar por una migración [1,2] del carbono
C-1’ al C-3’, da como intermediario la formación de una lactona
de siete miembros, cuya estructura 3 es congruente con
los resultados espectroscópicos, y se propone para ésta el
nombre de 2’-gomfosólida.
La oxidación de 1,2-dioles sin romper el enlace C-C del
glicol se puede lograr con el ácido 2-yodoxibenzoico [8], por
lo que se sometió una muestra de gomfósido al tratamiento
HO
H
O
Labriformina IV
H
O H

Transformaciones químicas de asclepinas 95
con ácido 2-yodoxibenzoico en sulfóxido de dimetilo (véase
parte experimental). El producto obtenido de la reacción es
idéntico en sus constantes físicas y espectroscópicas con la 2’-
gomfosólida (3). El tratamiento con MeOH del producto 3
obtenido de esta reacción en el proceso de purificación, no dio
lugar al compuesto 1, por lo que no es en esta etapa cuando
éste se forma.
Las reacciones de oxidación por los métodos del ácido 2-
yodoxibenzoico y el óxido de n-dibutilestaño se realizaron
con las asclepinas afrósido (II) y calactina (III). No fue posible
obtener productos de estas reacciones, ya que al analizar el
avance de las reacciones por ccf se observaban mezclas muy
complejas, de las que no fue posible separar productos puros
para su identificación espectroscópica.
Agradecimientos
Se agradece la asistencia técnica de: M. en C. Rubén Gaviño,
Quím. Rocío Patiño, Ing. Luis Velasco y al M. en C. Javier
Pérez la determinación de los espectros de RMN 1 H, UV, IR y
espectrometría de masas.
Parte experimental
Aislamiento y purificación de asclepinas
La planta A. linaria fue recolectada en 1995, en el Estado de
San Luis Potosí (municipio de Salinas), México. Las partes
aéreas de la planta (1.5 kg), fueron extraídas con MeOH (20
L) a temperatura ambiente durante siete días. El disolvente se
evaporó a presión reducida. Se obtuvieron 300 g de extracto,
al cual se le hicieron particiones con MeOH-agua (4:1) y benceno-hexano
(1:1). La parte polar se concentró y se extrajo
con CH 2 Cl 2 y AcOEt. Del extracto de AcOEt se obtuvieron
aproximadamente 3 g de un producto cristalino, los cuales se
purificaron por cromatografías sucesivas. De las fracciones
eluidas con MeOH al 1.0% en CH 2 Cl 2 se obtuvo un sólido
blanco cristalino (600 mg) con pf de 235-239°C y que por sus
características espectroscópicas corresponde al gomfósido I.
De las fracciones eluidas con MeOH al 2% en CH 2 Cl 2 , se
aisló un sólido blanco cristalino (400 mg) con pf de 255-
260°C y que corresponde al afrósido II.
Por otra parte, de un estudio realizado en A. linaria recolectada
en el Estado de México (municipio de Texcoco), y tratada
bajo las mismas condiciones, se aislaron (a partir de partes
aéreas 1.8 Kg y se obtienen 318 g del extracto metanólico),
gomfósido I (700 mg). De la elución con MeOH al 2% en
CH 2 Cl 2 , se obtuvo calactina III, (900 mg), con pf de 257-261°C.
Preparación del éster metílico del ácido gomfosídico (1). El
gomfósido I (100 mg, 0.193 mmol) y el óxido de dibutilestaño
(52.2 mg, 0.21 mmol), fueron colocados en benceno (25 mL)
y refluidos durante 24 h, acondicionado con un equipo Dean-
Stark. El benceno se evaporó al vacío hasta obtener un volumen
aproximado de 5mL. Se agregó tamiz molecular de 4Å (1
g) y CH 2 Cl 2 (2 mL). Una solución de bromo (bromo –320 mg,
2 mmol- en 5 mL de CH 2 Cl 2 ) fue agregada gota a gota a la
velocidad de una titulación a la solución del derivado estanilado
agitada vigorosamente. El volumen agregado de la solución
de bromo fue de 0.8 mL (bromo 51.2 mg, 0.32 mmol). La
mezcla de reacción se filtró a través de algodón, se lavó con
una mezcla de CH 2 Cl 2 -MeOH y se evaporó hasta sequedad.
El residuo se cromatografió en columna relámpago (sílica gel
malla 230-400), usando CH 2 Cl 2 como eluyente y aumentando
la polaridad con MeOH. Al eluir la cromatografía con 0.5%
O
O
O
O
O
O
RO
HO
O
O
OR
OH
O H
O
O
O
O
1 R=H
2 R=Ac
3
O
OH
O
H + MeO H
O
-H + , +H +
HO O
1
-H + , +H + O O
O
O
Figura 3.

96 Rev. Soc. Quím. Méx. Vol. 43, Núms. 3, 4 (1999) Humberto Valle et al.
de MeOH en CH 2 Cl 2 se obtiene un producto blanco cristalino,
soluble en CH 2 Cl 2 y que se recristalizó de AcOEt-hexano; pf
188-192°C, con un rendimiento de 83%. [α]
20
D
= -35º (c 0.48,
CHCl 3 ); UV (CHCl 3 ); λ max nm (ε): 218 (13229); IR (CHCl 3 )
λ max cm –1 : 3460, 1771, 1745, 1622; RMN 1 H (CDCl 3 ) δ
(ppm): 5.87 (s,1H,H-22), 4.89 (s,1H,H-1’), 4.96 (dd,1H,J =
18.3 y J = 1.5,H-21a), 4.78 (dd,1H,J = 18.3 y J = 1.5,H-21b),
4.48 (dq,1H,H-5'), 3.79 (s,3H,OMe), 3.57 (ddd,1H,H-2), 3.25
(ddd,1H,H-3), 2.76 (dd,1H,H-17), 1.40 (d,3H,J = 6.3,H-6'),
0.87 (s,3H,H-18), 0.80 (s,3H,H-19); EM(FAB + ) m/z (% abundancia
relativa): 549(M + +1)(17), 159(100), 99(44), 136(25),
41(12), 355(10), 531(5), 245(2). EMAR Calculado para
C 30 H 45 O 9 (549.3064); Observado C 30 H 45 O 9 (549.3046).
Diacetato del éster metílico del ácido gomfosídico (2). El
producto 1 (20 mg, 0.036 mmol), se agregó a una solución
vigorosamente agitada de piridina (0.5 mL) y anhídrido acético
(0.5 mL), a temperatura ambiente y bajo condiciones
anhidras. A las 24 h de reacción, la mezcla se llevó a sequedad
al vacío, se agregó agua y se agitó durante 10 min. Se
extrajo con AcOEt, la fase orgánica se lavó sucesivamente
con HCl al 10%, NaHCO 3 al 10% y finalmente con salmuera
hasta pH neutro. Posteriormente la fase orgánica se secó sobre
CaCl 2 , se filtró, se llevó a sequedad y se purificó el producto
por cromatografía. De la elución de la cromatografía al 15%
de AcOEt en hexano se obtuvo un producto puro que cristalizó
de CH 2 Cl 2 -hexano, con pf de 169-175°C y rendimiento de
20
85%: [α] D
-60° (c 0.11, MeOH); UV(CHCl 3 ) λ max nm (ε):
217.5 (13877); IR (CHCl 3 ) λ max cm –1 : 1743, 1622; RMN 1 H
(CDCl 3 ) δ (ppm): 5.88 (s,1H,H-22), 5.12 (s,1H,H-1’), 5.01
(dd,1H,J = 18 y J = 1.5,H-21a), 4.82 (dd,1H,J = 18 y J =
1.5,H-21b), 4.88 (m,1H,H-2), 4.30 (dq,1H,H-5’), 3.73
(s,3H,OMe), 3.61 (ddd,1H,H-3), 2.76 (dd,1H,H-17), 2.10
(s,3H,CH 3 del AcO-3’), 2.04 (s,3H,CH 3 del AcO-2), 1.32
(d,3H,J = 6.2,H-6’), 0.86 (s,3H,H-18), 0.85 (s,3H,H-19): EM
(FAB + ) m/z (% abundancia relativa): 633(M + +1)(15) que corresponde
con una fórmula molecular de C 34 H 48 O 11 , 201(100),
135(40), 355(4), 220(2), 523(2), 432(1).
Preparación de 2’-gomfosólida (3).
Método A. En una modificación de la reacción realizada bajo
las mismas condiciones descritas anteriormente, excepto que
se agregaron 2 mL de MeOH [13] durante el reflujo y posteriormente
se procedió con la brominólisis. El eluyente empleado
en la purificación cromatográfica en este caso fue
CH 2 Cl 2 y se aumentó la polaridad con acetona, evitando así el
uso de MeOH. La elución con 2% de acetona en CH 2 Cl 2 proporcionó
un producto blanco cristalino, insoluble en CH 2 Cl 2 ,
pero soluble en CH 2 Cl 2 -MeOH y que se recristalizó de
20
MeOH-AcOEt, pf 295-299°C, rendimiento de 87%. [α] D
+45º
(c 0.12, CHCl 3 -MeOH 1:1); UV(CHCl 3 -MeOH 1:1) λ max nm
(ε): 217.5 (14073); IR(nujol) λ max cm –1 : 3457, 1774, 1741,
1623; RMN 1 H (CDCl 3 -DMSOd 6 ) δ (ppm): 5.78 (s,1H,H-22),
5.04 (s,1H,H-1’), 4.94 (dd,1H,J = 18.3 y J = 1.5,H-21a), 4.76
(dd,1H,J = 18.3 y J = 1.5,H-21b), 4.85 (td,1H,H-2), 4.10
(dq,1H,H-5’), 3.53 (td,1H,H-3), 2.70 (dd,1H,H-17), 1.21
(d,3H,J = 6.0,H-6’), 0.84 (s,3H,H-18), 0.79 (s,3H,H-19); EM
(IE + ) m/z (% abundancia relativa): 516(M + )(9), 44(100),
355(39), 373(28), 239(16), 313(14), 498(5), 407(4), 470(3).
EMAR: Calculado C 29 H 41 O 8 (517.2801); Observado
C 29 H 41 O 8 (517.2816).
Método B. El ácido 2-yodoxibenzoico (39 mg, 0.103 mmol),
se disolvió en 1 mL de DMSO. Posteriormente se agregó el
gomfósido I (50 mg, 0.096 mmol) agitando la mezcla de reacción
durante 24 h a temperatura ambiente. Se agregó agua y se
filtró a vacío, el precipitado se lavó con CH 2 Cl 2 que se eliminó
con ligero calentamiento, la fase acuosa se extrajo con
AcOEt y se reunió con el residuo de la evaporación del
CH 2 Cl 2 , la fase orgánica se lavó con NaHCO 3 y con salmuera
hasta pH neutro. La fase orgánica se secó con CaCl 2 , se filtró
y se evaporó a sequedad al vacío. Se purificó por cromatografia
en columna. Al eluir con 3% de acetona en CH 2 Cl 2 , se
obtiene un sólido blanco cristalino con pf de 296-299°C con
un rendimiento de 90%, cuyas características espectroscópicas
son idénticas al producto obtenido en la segunda reacción
(método A) del gomfósido y la brominólisis del derivado estanilado
(3).
Referencias
1. Fonseca, G.; Rodríguez-Hahn, L.; Tablero, M.; Rodríguez, A.;
Arreguín, B. J. Nat. Prod. 1991, 54, 860-862.
2. Rodríguez-Hahn, L.; Fonseca, G. Phytochemistry 1991, 30, 3941-
3942.
3. Cheung, H. T. A.; Chiu, F. C. K.; Watson, T. R.; Wells, R. J. J.
Chem. Soc. Perkin Trans. I 1983, 2827-2835.
4. Cheung, H. T. A.; Watson, T. R. J. Chem. Soc. Perkin Trans. I
1980, 2162-2168.
5. Harborne, J. B.; Introduction to Ecological Biochemistry, 3rd
Ed., Academic Press, London, 1988.
6. Cheung, H. T. A.; Watson, T. R. J. Chem. Soc. Perkin Trans. I
1980, 2169-2173.
7. Cheung, H. T. A.; Watson, T. R. J. Chem. Soc. Perkin Trans. I
1986, 61-65.
8. Frigerio, M.; Santagostino, M. Tetrahedron Lett. 1994, 35, 8019-
8022.
9. David, S.; Thieffry, A. J. Chem. Soc. Perkin Trans. I 1979, 1568-
1573.
10. Brüschweiler, F.; Stöckel, K.; Reichstein, T. Helv. Chim. Acta
1969, 52, 2276-2303.
11. David, S.; Hanessian, S. Tetrahedron 1985, 41, 643-663.

Revista de la Sociedad Química de México, Vol. 43, Núms. 3, 4 (1999) 97-99
Investigación
Multi-Metallic Oxides as Catalysts for Light Alcohols
and Hydrocarbons from Synthesis Gas
Miguel Pérez, 1 L. Díaz, H. de J. Galindo, J. M. Domínguez and Manuel Salmón 2 *
1 Instituto Mexicano del Petróleo, Eje Central Lázaro Cárdenas Nº 152, Delegación Gustavo A. Madero, 07730, México D.F.
2 Instituto de Química, Universidad Nacional Autónoma de México, Circuito Exterior, Ciudad Universitaria, Coyoacán,
04510 México, D. F. E-mail: salmon@servidor.unam.mx.; Fax (52) 5616 22 03, 5616 22 17.
This contribution is dedicated to the memory of Dr. Lydia Rodríguez-Hahn
Resumen. Una serie de óxidos Cu-Co-Cr soportados con metales alcalinos
(M), fueron preparados por el método de coprecipitación con
nitratos metálicos (Cu II ,Co II ,Cr III ) y (M 2 )CO 3 en soluciones acuosas.
Los productos calcinados fueron usados como catalizadores para la
síntesis de Fisher-Tropsch en la superficie fija de un microreactor de
acero inoxidable. El material fue caracterizado por difracción de rayos
X y el área de superficie específica, tamaño de poro y propiedades
de adsorción-desorción de nitrógeno fueron determinadas. Los
metales alcalinos favorecieron la síntesis de metanol y previnieron las
reacciones de deshidratación, mientras que la formación de hidrocarburos
es independiente de estos metales.
Palabras clave. conversión syngas; catálisis heterogénea; óxidos
tetrametálicos; Cu-Co-Cr (M); alcoholes; hidrocarburos; caracterización
de catalizadores.
Abstract. A series of Cu-Co-Cr oxides doped with alcaline metals
(M), were prepared by the coprecipitation method with metal nitrates
(Cu II , Co II , Cr III ) and (M) 2 CO 3 in aqueous solution. The calcined
products were used as catalysts for the Fisher-Tropsch synthesis in a
stainless-steel fixed bed microreactor. The material was characterized
by x-ray diffraction, and the specific surface area, pore size and nitrogen
adsorption-desorption properties were also determined. The alkaline
metals favoured the methanol synthesis and prevent the dehydration
reactions whereas the hydrocarbon formation is independent to
these metals.
Key words. Syngas conversion; heterogeneous catalysis; tetrametallic
oxides Cu-Co-Cr (M); alcohols, hydrocarbons; catalyst characterization.
Introduction
Fisher-Tröpsch Synthesis has been used widely for obtaining
different hydrocarbons of industrial interest, i.e. olefins, gasoline,
higher alcohols, etc. In those reactions there are some
parameters that influence the catalyst selectivity, as for example
temperature, pressure and gas composition, as well as the
presence of CO 2 in the feed.
The carbon monoxide hydrogenation is usually carried
out on catalysts based in transition metal oxides, i.e. CoO and
Fe 2 O 3 , which present a variety of catalytic properties [1]. The
production of light alcohols i.e. methanol, seems favoured by
the presence of some promoters in the catalyst; as for example
alkaline metals [2], while higher alcohols preferentially proceeds
on ternary systems like Ni-Cu-Zn-O type catalysts [3].
The activity of Fisher-Tröpsch catalysts for hydrocarbon
production seems unaffected by the presence of alkaline metals
in the catalyst, but the oxygenated products formation depend
on the concentration of alkaline metals in the catalysts [4].
In this work, we studied the series of Cu-Co-Cr oxides
doped with alkaline metals (M), with the aim of evaluating
their catalytic properties, as for example the selectivity towards
the higher alcohols from Fisher-Tröpsch reactions.
Experimental
The catalysts were prepared by the coprecipitation method
with metal nitrates ( Cu II , Co II , Cr III ) from Aldrich and 0.66 M
of (M) 2 CO 3 in aqueous solution, under controlled temperature
(23ºC) at pH = 9.0.
The gels were filtered and dried at 80ºC, after washing
several times with demineralized water. A part of the gel precipitate
was mixed vigorously with an alkaline metal chloride
solution (i.e. Na, Li, K, Rb or Cs ) in order to obtain 2% wt of
each alkaline metal oxide. The materials were dried, extrudated
in 1/8 inch cylinders and finally calcined at 400ºC for 4 h.
in static air atmosphere.
Catalyst Characterization
The x-ray diffraction studies were performed in a Siemens D-
500 diffractometer with CuKα radiation source and Ni-filter.
The x-ray look amorphous, but only three known phases corresponding
to CuO, CoO and Cr 2 O 3 were recorded. The nitrogen
adsorption-desorption (BET and Langmuir) isotherms
were obtained in order to determine the specific surface area

98 Rev. Soc. Quím. Méx. Vol. 43, Núms. 3, 4 (1999) Miguel Pérez et al.
Table 1. Catalyst Phase Composition Determined by Atomic
Absorption. Spectroscopy (% wt).
Catalyst CuO CoO Cr 2 O 3 M 2 O
I 36.10 41.06 20.05 Li = 2.11
II 28.10 43.32 25.01 Na = 2.07
III 33.40 43.01 20.12 K = 2.56
IV 30.00 41.05 20.74 Rb = 2.17
V 36.20 41.00 20.74 Cs = 2.04
Table 2. Textural Properties of the Synthesized Materials.
Catalyst Surface Area Pore Volumen Pore Diameter
(m 2 /g) (cm 3 /g) (A°)
I 60.7 0.09 269
II 12.3 0.41 291
III 77.5 0.34 176
IV 96.8 0.39 232
V 116.2 0.49 168
Table 3. Syngas Conversion Data.*
Catalyst X A , O X A –r A ( mCo/g.h.) G(X A h/X A , O )
I Cu-Co-Cr-O 5 -Li 2 O 79.01 78.01 0.1189 0.987
II Cu-Co-Cr-O 5 -NaO 86.70 88.00 0.8280 1.014
III Cu-Co-Cr-O 5 -K 2 O 86.82 89.12 0.0829 1.026
IV Cu-Co-Cr-O 5 -Rb 2 O 73.95 76.50 0.1211 1.034
V Cu-Co-Cr-O 5 -Cs 2 O 88.50 88.00 0.0850 0.994
Reactor temp. 350°C, X A , O .≅ initial conversion, –r A ≅ reaction rate, G = induction parameter,
Co = moles of CO converted to products.
Table 4. Alkaline Metal Effects on the Syngas Conversion
Reactions.
Alkaline Metal R-OH Yield, % mol HC Yield % mol CO 2 Yield %mol
Li 7.0 24.3 33.0
Na 6.0 24.0 28.0
K 6.5 12.4 38.5
Rb 5.0 6.5 18.7
Cs 7.5 13.4 38.2
and the pore size distribution, which were measured using an
automatic Micromeritics ASAP 2000 spectrometer. NH 3 -TPD
was determined using a Gas Chromatograph Gow-Mac 550P,
fitted with a thermal conductivity detector. The differential
thermal analysis (DTA) were made in a Perkin-Elmer 1700
Analyser, with heating rates of 15ºC/min, and continuous He
flow of 20 cc/min.
Results and Discussion
The series of catalysts were prepared with the purpose of
promoting the production of both higher alcohols and hydrocarbons,
as suggested by Courty [5]. The addition of
alkaline metals was expected to modify the catalyst properties,
as shown in table 2. Some of the catalytic properties
Catalyst Testing
A stainless-steel fixed bed microreactor with 7 mm diameter
and 15 cm length was used. The catalyst (i.e. 0.2 g) was preheated
at 400°C. Helium gas was used as the carrier gas, with
a flow rate of 30 ml/min. The reactor temperature was monitored
by two Chromel-Alumel thermocouples which were
positioned at the center of the reactor. The flow rate was monitored
using a gas digital mass flowmeter. A dynamic on-line
sampling procedure was used for analysis of the gas phase,
with a Hewlett-Packard 5890 GC, fitted with FID and an integrator
(model HP-3392). The separation of products was
achieved using a 5 m x 1/8 inch Porapak-Q column.
The reaction parameters are summarized as follows: 0.2
g, weight of catalyst; He (30 ml/min), gas carrier and flow;
pretreatment temperature, 400°C; reaction temperature,
350°C; H 2 /CO ratio = 1 mol/mol total pressure, 40 kg/cm 2 ;
GHSV = 7377 h –1 ; stabilization time, 60 minutes.
45
40
35
30
25
20
15
10
5
0
Product Yields, % mol CO
R-OH
HC
CO2
Li Na K Rb Cs
ALKALINE METALS
Fig. 1. Alkaline metal effect on the product distribution in Syngas
Reactions.

Multi-Metallic Oxides as Catalysts for Light Alcohols and Hydrocarbons from Synthesis Gas 99
Table 5. Selectivity to Higher Hydrocarbons and Alcohols.*
Hydrocarbons
Alcohols
Catalyst C1 C2= C2 C3= C3 C1 C2 iC3 nC3 nC4
I CuCoCr-Li 4.27 0.27 0.89 1.30 1.62 4.56 1.58 0.97 0.19 0.21
II CuCoCr-Na 11.8 0.17 1.77 1.85 2.16 5.06 1.14 0.33 0.08 0.00
III CuCoCr-K 8.77 13.8 1.49 0.00 0.00 3.95 1.43 0.83 0.67 0.25
IV CuCoCr-Rb 7.73 0.05 0.60 0.37 0.00 3.39 2.77 1.15 0.49 0.00
V CuCoCr-Cs 11.8 0.1 1.81 1.84 1.98 3.92 4.44 1.31 1.34 0.15
* Reaction selectivity measurements at 60 min, reactor temperature, 350°C, pressure, 40 kg/cm 2 , H 2 /HC ratio, 1 mol/mol.
are shown in table 3, where the initial activity rate (X a , 0 ) at
350°C is shown, together with the conversion data after 60
min on stream. The induction parameter was also included
in this table, i.e. G=X A h/X a , 0 , as well as the reaction rate
(–r A ).
The activity data after 60 minutes on stream (350ºC) is
reported in table 3. The best results were obtained with Na, K
and Cs as observed in table 3.
In the typical Syngas conversion reaction both CO 2 and
hydrocarbons are produced in higher yields with respect to
other products, i.e. the oxygenated derivatives. As observed in
the Table 3, the higher yields were produced with Cesium as
alkaline promoter.
Apparently the inclusion of metal alkaline promoter causes
a catalyst modification, with in turn provokes small differences
in the hydrocarbon and alcohol production (Figure 1
and Table 4 ), as well as the carbon homologation.
The selectivity towards methane formation seems
favoured by all the catalysts, yielding the best induction
effects with catalysts containing Na and Cs. Also, the ethylene
formation is increased when potassium promoter is included
as catalyst component.
Methanol, ethanol and 2-propanol were favoured by the
catalysts series studied here. Methanol was produced in higher
amounts. It is well known that catalysts containing Cobalt
form, which are active spinels that favour the methanol formation
[5], whereas Cu phases act as reducing agents, but they
might change the chromate structure and make it easier for
alloying the Co with other elements. In the other way, the
alkaline ions restrain the alcohol dehydration, thus favouring
the formation of higher oxygenated compounds. Thus, the
CuCoCr-M (M = alkaline metal) oxides based catalysts, might
have similar properties as other systems like Cu-Al-Zn-K [6]
and Cu-Ni-K [7]. Nevertheless, the limitation of the experimental
conditions used in this work, must be improved with
the use of more severe conditions.
References
1. Vannice, M. A. Catal. Rev. Sci. Eng. 1976, 14, 151.
2. Forzatti, P.; Tronconi, E.; Pasquon I. Catal. Rev. Sci. Eng. 1991,
33, 109.
3. Courty, P.; Marcilly, C. Preparation of Catalysts III, (Poncelet, G;
Grange, P.; Jacobs, P.J. Editors) Elsevier Science, Amsterdam,
The Netherlands, 1983.
4. Courty, P.; Durand, D.; Freund, E.; Sugier F. French Patent
2,253,957, 1982 and US Patent 4,291,126, 1978; 4,346,179, 1979.
5. Courty, P.; Durand, D.; Freund, E.; Sugier, A. J. Mol. Cat. 1982,
17, 241.
6. Courty, P.; Chaumette, P.; Durand, D. Symp. of Monohydric
Alcohols, Y. & E. Chem. Div. Am. Chem. Soc., Los Angeles, CA
(U.S.A.), September 25-30, 1988.
7. Uchiyama, S.; Kawata, N. Sekiyu Gakkaishi Journal 1990, 33, 11.

Revista de la Sociedad Química de México, Vol. 43, Núms. 3, 4 (1999) 100-102
Guayanólidas de Stevia laxiflora ‡
Alfredo Ortega,* Patricia Mondragón y Emma Maldonado
Instituto de Química, Universidad Nacional Autónoma de México, Circuito Exterior, Ciudad Universitaria,
Coyoacán, 04510 México, D. F. México.
Contribución dedicada a la memoria de la Dra. Lydia Rodríguez-Hahn
Resumen. De las partes aéreas de Stevia laxiflora se aislaron dos
flavonas conocidas y tres nuevas guayanólidas cuyas estructuras
están muy relacionadas con la de eupahakonenina B, también presente
en esta planta.
Palabras clave: Stevia laxiflora, Compositae, lactonas sesquiterpénicas,
guayanólidas, flavonas.
Abstract. From the aerial parts of Stevia laxiflora two known flavones
and three new guaianolides were isolated. Structures of the guaianolides
are closely related to that of eupahakonenine B also present in
this plant.
Key words: Stevia laxiflora, Compositae, sesquiterpene lactones,
guaianolides, flavones.
Introducción
Los ya numerosos estudios químicos que sobre el género Stevia
se han realizado muestran una composición química muy variada.
Se ha mencionado que la mayoría de las especies contienen
derivados del longipineno y que las lactonas sesquiterpénicas,
principalmente guayanólidas y germacranólidas, se
encuentran con frecuencia en el género, lo mismo que flavonoides
y diterpenos, sobre todo del tipo del kaurano [1, 2]. En este
trabajo se describe el aislamiento de flavonas y guayanólidas
como resultado del estudio químico de Stevia laxiflora D. C.
Resultados y discusión
‡ Contribución 1697 del Instituto de Química, UNAM.
De las partes aéreas de S. laxiflora se obtuvo la mezcla de
β-sitosterol y estigmasterol, así como las flavonas pectolinarigenina
(1) [3] y 7,4’-dimetilapigenina (2) [4, 5]. El componente
mayoritario del extracto fue identificado como eupahakonenina
B (3), una guayanólida previamente aislada de S.
setifera [6] a la que se asignó una estereoquímica errónea en
C-1. Esto se corrigió después, cuando se aisló nuevamente de
Eupatorium chinense L. var. hakonense [7] y de Stevia saturaefolia
[8] y S. mercedencis [9]. Nosotros comprobamos la
identidad de nuestro compuesto con 3 al obtener, por oxidación
con reactivo de Jones, el derivado 4 y comparar sus
datos con los descritos [9]. Se obtuvo también el acétonido 5,
cuyo espectro de RMN 1 H (Tabla 1) muestra las señales características
de los metilos del cetal como un singulete que integra
para seis protones en δ 1.43.
Las laxiflóridas A y B (6 y 7) se aislaron como una mezcla
que no pudo ser resuelta, ya que ambos compuestos presentaron
el mismo rf en CCF. Su espectro de IR mostró absorciones
en 1770, 1730, 1692 y 1645 cm –1 , atribuidas respectivamente
a la presencia de γ-lactona-α, β-no saturada, éster α,
β-no saturado, aldehido y dobles enlaces.
El espectro de RMN 1 H muestra dos conjuntos de señales
en una proporción 2:1. En ambos casos, las señales originadas
por los protones de la estructura propia de la guayanólida
aparecen en su mayoría sobrepuestas, total o parcialmente, y
son muy similares a la exhibidas por eupahakonenina B (Tabla
1). Esto es evidencia de que los compuestos 6, 7 y 3 difieren
entre sí únicamente en el grupo éster unido a C-8. Así, el componente
mayoritario de la mezcla, laxiflórida A (6), mostró
señales en δ 6.64 (dc, J = 7, 2 Hz, H-3’), 2.25 (d, J = 2 Hz, H-
5’) y 10.15 (d, J = 7, Hz, H-4’), que indicaron que el éster
sobre C-8 es un tiglato cuyo carbono 4 se encuentra oxidado a
aldehido. La presencia de este tipo de éster sólo se ha descrito
en una heliangólida aislada de Chromolaena glaberrima [10].
El grupo que esterifica a laxiflórida B (7) deriva del angelato,
es el isómero geométrico del descrito para 6 y se caracterizó
por las siguientes señales: un doblete de cuarteto en δ 6.11 (J =
7, 2 Hz, H-3’), un doblete en δ 2.03 (J = 2 Hz, H-5’) y un
doblete en δ 10.05 (J = 7 Hz, H-4’).
Laxiflórida C (8) presentó en su espectro de IR absorciones
debidas a la presencia de γ-lactona y éster α, β-no saturados
en 1762 y 1721 cm –1 , así como las atribuidas a dobles en
1667 y 1640 cm –1 . Se observaron además dos bandas en 1508
y 874 cm –1 , que son características de un furano β-sustituido.
Su espectro de RMN 1 H mostró que este compuesto es también
una guayanólida, con la misma funcionalización que la
presente en 3-7, pero con un grupo éster diferente. Este fue
caracterizado como un β-furoiloxi por las señales en δ 7.91
(dd, J = 1.5, 1 Hz, H-5’), 7.34 (t, J = 1.5 Hz, H-4’) y 6.64 (dd,
J = 1.5, 1 Hz, H-3’). El mismo éster se encuentra presente en
bahifolina, una guayanólida aislada de Bahia oppositifolia [11,

Guayanolidas de Stevia laxiflora 101
Tabla 1. Datos de RMN 1 H de los compuestos 3, 5-8
(80 MHz, CDCl 3 , TMS como referencia interna).
H 3 5 6 7 8
1 3.24 m* 3.16 m* 3.15 m* 3.15 m* 3.16 m*
2 2.40 m 2.45 m 2.48 m 2.48 m 2.48 m
3 5.53* 5.55* 5.50* 5.50* 5.58*
5 2.82 t a 2.81 t a 2.82 t a 2.82 t a 2.83 t a
9 9 9 9 9
6 4.51 t 4.38 t 4.47 t 4.47 t 4.53 t
9 9 9 9 9
7 3.24 m* 3.16 m* 3.15 m* 3.15 m* 3.16 m*
8 5.66 ddd* 5.55 m* 5.68 m* 5.68 m* 5.70 ddd*
5, 5, 3 5, 5, 3
13 6.26 d 6.28 d 6.25 d 6.29 d 6.28 d
3.8 3.8 3.8 3.8 3.8
13' 5.54 d 5.51 d 5.52 d 5.49 d 5.58 d
3 3 3 3 3
14 5.02 s 4.99 s 5.01 s* 5.01 s* 5.02 s
14' 4.88 s 4.86 s 4.85 s* 4.85 s* 4.88 s
15 1.87 s 1.88 s 1.87 s* 1.87 s* 1.89 s
3' 6.84 t 6.74 m 6.64 dq 6.11 dq 6.64 dd
6 7, 2 7, 2 1.5, 1
4' 4.42 d 4.2-4.5 m 10.15 d 10.05 d 7.39 t
6 7 7 1.5
5' 4.34 s 4.2-4.5 m 2.25 d 2.03 d 7.91 dd
2 2 1.5, 1
Extracción y aislamiento. El material vegetal seco y molido
(1.12 kg) se extrajo con hexano y posteriormente con Me 2 CO
para obtener, después de eliminar los disolventes, 36.8 y 56.3
g de extractos, respectivamente. Cada uno de los extractos se
fraccionó mediante cromatografía en columna (CC) de sílica
gel eluida con mezclas de hexano- AcOEt de polaridad creciente.
De las frs. eluidas con hexano-AcOEt 19:1 de ambas
CC se aislaron 117 mg de la mezcla de β-sitosterol y estigmasterol.
Las frs. eluidas con hexano- AcOEt 9:1 y 17:3 de
ambas columnas se reunieron y purificaron por CC (sílica gel,
hexano-Me 2 CO 9:1) y cristalización para obtener 28 mg de
pectolinarigenina (1) pf 205-208°C (AcOEt-hexano); pf 220-
222°C (MeOH) (lit [3]: pf 206-208°C (benceno); pf 217°C
(MeOH)) y 8 mg de 7,4 ’-dimetilapigenina (2) (pf 174-175°C;
lit [4]: pf 168°C; lit [5]: pf 173°C). Las frs. eluidas con hexano-
AcOEt 4:1 de la cromatografía del extracto de Me 2 CO, se
decoloraron con carbón activado y se purificaron por sucesivas
CC (sílica gel, hexano- AcOEt 9:1) hasta obtener pura la
mezcla de laxiflóridas A (6) y B (7) (21 mg). De las frs. eluidas
con hexano- AcOEt 13:7 y 1:1 de la cromatografía del
extracto de Me 2 CO se aislaron, después de sucesivas CC (sílica
gel, hexano-Me 2 CO 4:1 y hexano- AcOEt 9:1 y 4:1), 15 mg
de laxiflórida C (8) y 20 g de eupahakonenina B (3) [6-9]. Las
estructuras de los compuestos conocidos se determinaron por
análisis de sus datos espectroscópicos y comparación con sus
descripciones en la literatura.
Laxiflóridas A y B (6, 7). Aceite incoloro; IR ν máx.
(CHCl 3 ) cm –1 : 1760, 1690, 1645, 1445, 1380, 1050, 1015,
950, 915.
Laxiflórida C (8). Aceite incoloro; IR ν máx. (CHCl 3 ) cm –1 :
1762, 1721, 1667, 1640, 1575, 1508, 1161, 874.
OMe
(*) señales sobrepuestas; (a) señales anchas.
12] y en varios eudesmanos de Maytenus boaria [13]. Los
datos espectróscopicos descritos para estos grupos son muy
semejantes a los del éster de 8.
Con base en lo anterior se propusieron las estructuras 6, 7
y 8 para las laxiflóridas A, B y C, respectivamente. La gran
labilidad de estos nuevos compuestos impidió la obtención de
una mayor cantidad de datos que apoyaran las estructuras
propuestas, las que sin embargo consideramos correctas dada
la similitud de nuestros datos con los de compuestos cuyas
estructuras fueron sólidamente establecidas.
Parte experimental
R'O
R
O
OH O
H
H
O
O
OR
3 R =
4 R =
5 R =
6 R =
1 R = OMe; R'= H
2 R = H; R'= Me
O
O
O
O
OH
OH
O
H
O
H
O
O
O
Material vegetal. Las partes aéreas de S. laxiflora D. C. se recolectaron
en los alrededores de Cuernavaca, Morelos, en septiembre
de 1988. Un ejemplar de la planta se depositó en el
Herbario del Instituto de Biología de la UNAM (AOH-209).
7 R =
8 R =
O
H
O
O
H
O

102 Rev. Soc. Quím. Méx. Vol. 43, Núms. 3, 4 (1999) Alfredo Ortega et al.
Obtención del compuesto 4. A una solución de 3 (100
mg) en Me 2 CO (10 ml) se agregó reactivo de Jones, gota a
gota, hasta persistencia del color naranja. La solución se mantuvo
a 0°C durante toda la adición. El reactivo se eliminó por
filtración a través de una columna empacada con bentonita
(tonsil) y eluida con hexano- AcOEt 7:3. Se eliminó el disolvente
y el residuo se purificó por CC (silica gel, hexano-
AcOEt 4:1). Se obtuvieron 68 mg de 4 como un aceite incoloro,
cuyos datos espectroscópicos coinciden con los descritos
[9].
Obtención del compuesto 5. A una solución de 3 (100
mg) en Me 2 CO (10 ml) se agregaron 10 mg de ácido p-toluensulfónico
(la solución se tornó verde). Se dejó reaccionar por
una noche, se neutralizó con NaHCO 3 y se filtró. El producto
se purificó por CC (silica gel. hexano- Me 2 CO 19:1). Se obtuvieron
51 mg del compuesto 5. Cristales incoloros; pf 185-
188°C; IR ν máx. (CHCl 3 ) cm –1 : 1762, 1707, 1659, 1449, 1378,
1251, 1045; EM-IE m/z (rel. int.): 400 [M] + (1); 385 (0.4); 342
(1); 97 (100), 69 (57), 43 (89), 41 (81).
Referencias
1. Hernández, L. R.; Catalán, C. A. N.; Cerda-García-Rojas, C. M.;
Joseph-Nathan, P. Phytochemistry 1994, 37, 1334-1337.
2. Hernández, L. R.; Catalán, C. A. N.; Joseph-Nathan, P. Rev.
Acad. Colomb. Cienc. 1998, 22, 229-279.
3. Farkas, L.; Nogradi, M.; Sudarsanam, V.; Herz, W. J. Org.
Chem. 1966, 31, 3228-3232.
4. Bauer, K. H.; Dietrich, H. Chem. Ber. 1933, 66, 1053-1054.
5. Silva, M.; Mundaca, J. M.; Sammes, P. G. Phytochemistry 1971,
10, 1942-1943.
6. Bolhmann, F.; Dutta, N. L.; Dorner, W.; King, R. M.; Robinson,
H. Phytochemistry 1979, 18, 673-675.
7. Ito, K.; Sakakibara, Y.; Haruna, M. Phytochemistry 1982, 21,
715-720.
8. Rajbhandari, A.; Roberts, M. F. J. Nat. Prod. 1983, 46, 194.
9. Bolhmann, F.; Zdero, C.; King, R. M.; Robinson, H. Liebigs Ann.
Chem. 1979, 799-813.
10. Ahmed, A. A.; Whittemore, A. T.; Mabry, T. J. Phytochemistry
1985, 24, 605-606.
11. Herz, W.; Bhat, S. V.;Crawford, H.;Wagner, H.; Maurer,
G.;Farkas, L. Phytochemistry 1972, 11, 371-375.
12. Nelson, P.; Asplund, R. O. Phytochemistry 1983, 22, 2755-2757.
13. Becerra, J.; Gaete, L.; Silva, M.; Bolhmann, F.; Jakupovic, J.
Phytochemistry 1987, 26, 3073-3074.

Revista de la Sociedad Química de México, Vol. 43, Núms. 3, 4 (1999) 103-105
Investigación
Anti-inflammatory Active Compounds from the n-Hexane Extract
of Euphorbia hirta
Mariano Martínez-Vázquez, 1 * Teresa O. Ramírez Apan, 1 María Eugenia Lazcano 1 and Robert Bye 2
1 Instituto de Química, Universidad Nacional Autónoma de México, Circuito Exterior, Ciudad Universitaria,
Coyoacán, 04510 México, D. F. México. E mail: marvaz@servidor.unam.mx
2 Jardín Botánico, Instituto de Biología, Universidad Nacional Autónoma de México, Ciudad Universitaria,
Coyoacán, 04510 México, D.F. México.
Dedicated to the memory of Dr. Lydia Rodríguez-Hahn
Resumen. El extracto hexánico de las partes aéreas de Euphorbia
hirta L. (Euphorbiaceae), así como sus principales constituyentes
triterpénicos; β-amirina (1), 24-metilencicloartenol (2), y β-sitosterol
(3) fueron evaluados como agentes anti-inflamatorios en el modelo
del TPA. Tanto el extracto como los triterpenos aislados mostraron
actividad anti-inflamatoria significativa y dependiente de la dosis.
Con el fin de investigar si los compuestos aislados poseen efectos
aditivos en sus propiedades antiflogistas, se realizaron evaluaciones
de algunas combinaciones duales y triples de los triterpenos. Los
resultados obtenidos mostraron que algunas de estas combinaciones
presentaron valores mas altos de inhibición del edema que aquellos
correspondientes a cada uno de los triterpenos por separado.
Palabras clave. Euphorbia hirta, Euphorbiaceae, triterpenos, β-amirina,
24-metilencicloartenol, β-sitosterol, actividad anti-inflamatoria.
Abstract. The n-hexane extract of the aerial parts of Euphorbia hirta
L. (Euphorbiaceae) and its main triterpenes, β-amyrin (1), 24-methylencycloartenol
(2), and β-sitosterol (3) were evaluated for antiinflammatory
effects in mice. Both the extract and the triterpenes
exerted significant and dose-dependent anti-inflammatory activity in
the TPA-induced ear model. Some dual and triplet combinations of
the triterpenes were tested as anti-inflammatory agents. The results
showed that the combinations were higher in magnitude as antiinflammatory
agents than those produced by each triterpene alone.
Keywords. Euphorbia hirta, Euphorbiaceae, triterpenes, 24-methylencycloartenol,
β-amyrin, β-sitosterol, anti-inflammatory activity.
Introduction
Euphorbia hirta (Euphorbiaceae) is a pantropic herbaceous
wild plant which has been widely used in several countries as
antidiarrheic, antidiuretic and expectorant, and also as a remedy
for bronchitis, asthma, intestinal ailments of children and
for the treatment of various skin diseases [1]. In México, it
grows in the Sierra Norte de Puebla region, where is used by
the native people under the names of hierba de la golondrina
or sabañonxihuit for the treatment of cancer and skin diseases
[2]. It has been published the analgesic, antipyretic and antiinflammatory
activities of a lyophilized aqueous extract of E.
hirta [3]. In this report we describe the anti-inflammatory
activity of a n-hexane extract of E. hirta as well as the isolation
and identification of the compounds responsible of the
anti-inflammatory effect on the 12-O-tetradecanoyl phorbol
acetate (TPA)-induced mouse ear edema test [11]. Furthermore,
in order to investigate a possible addition of their
effects, several combinations of the active principles isolated
also were tested.
Discussion
The three triterpenes: β-amyrin (1), 24-methylencycloartenol
(2), and β-sitosterol (3), isolated from E. hirta were examined
for their inhibitory effects on TPA-induced inflammation in
mice. The inhibitory effects were compared with those of the
commercially available anti-inflammatory drug indomethacin
(table 1). All of the triterpene alcohols markedly inhibited the
TPA-induced inflammation, within a range of 0.1-0.3 mg per
ear at the 50% inhibitory dose, being β-amyrin (1) the most
potent, since it exhibited the strongest inhibitory effect (0.12
mg per ear). These data are in complete agreement with those
published for the anti-inflammatory activities of 1, 2 and 3,
tested in other models, such as carageenen- and ethyl phenyl
propiolate-induced edema in rats [4-6]. Based on these results,
it was shown that the skeleton of the tested compounds has no
influence on the anti-inflammatory activity, since the three
compounds tested were active.
The presence of 1, 2 and 3 in E. hirta leads to the question
if their affect could be additive. Obviously, in the n-hexane

104 Rev. Soc. Quím. Méx. Vol. 43, Núms. 3, 4 (1999) Mariano Martínez-Vázquez et al.
Table 1. Inhibitory effects by E. hirta extract, compounds 1-3
and indomethacin.
Compound ED 50 (mg/ear) Vmax Km
n-hexane extract 0.70 (r = 0.96)
β-amyrin (1) 0.12 (r = 0.998) 13.64 1.23 × 10 –1
24-methylen-cycloartenol (2) 0.26 (r = 0.987) 9.56 8.72 × 10 –2
β-sitosterol (3) 0.14 (r = 0.989) 8.33 5.07 × 10 –3
indomethacin 0.20 (r = 0.989)
r: correlation coefficient
extract their activities are diminished, since it showed the
higher ED 50 value. Probably this behavior could be due to the
presence of other components in the extract. Then, in order to
answer the formulated question, several dual and triplet combinations
of pure triterpenes were tested. The results are
shown in table 2.
Taking into account that the triterpenes tested exert their
anti-inflammatory effects by interacting reversibly with one
population of receptors, and that their affect is proportional to
the number of receptors occupied, we used the Seegers’s
methodology [7] to estimate the activities of the different
combinations (V calculated), and compare these values with
those experimentally observed (V experimental).
The results shown in table 2 clearly indicate that almost all
the dual combinations except one were additive, at least on the
concentrations used; among the two triplet combinations only
one showed an additive profile. On the other hand, all the dual
combinations at 0.25 mg per ear, presented higher values than
a simple addition of effects of each triterpene. Since inhibitors
of TPA-induced inflammation have demonstrated their inhibitory
activities against tumor promotion, these triterpenoids,
specially 1, and the dual combinations described here are
expected to be potent anti-tumor agents [6].
Experimental section
Materials and Methods. Animals. Groups of six male CD-1
mice weighing 25-30 g were used. The animals were provided
by Facultad de Medicina, Universidad Nacional Autónoma de
México. All animals were maintained in suitable nutritional
and environmental conditions through the experiments.
Plant material. E. hirta was collected in San Nicolás de los
Ranchos Puebla, in September of 1994. A voucher has been
deposited at the Herbario Nacional, Universidad Nacional Autónoma
de México. (MEXU 1516) Air dried and powdered
whole plant was extracted successively with hexane and
MeOH at room temperature. The solvents were removed
under reduced pressure.
Chromatography of the bioactive n-hexane extract (17.4
g) on Si gel (250 g) using n-hexane with increasing proportions
of EtOAc gave a mixture of β-amyrin and 24-methylencycloartenol,
which was separated by fractional crystallization
from acetone and methanol, affording 232 mg of β-amyrin
and 59 mg of 24-methylen cycloartenol. From the subsequent
fractions 525 mg of β-sitosterol were obtained.
The identities of β-amyrin, 24-methylencycloartenol and
β-sitosterol were confirmed by comparison of their physical
and spectroscopic properties (IR, MS, 1 H and 13 C-NMR) with
the data reported in the literature [8-10].
Anti-inflammatory activity. The 12-O-tetradecanoyl phorbol
acetate (TPA) ear was performed as already described [11].
Groups of 6 male CD-1 mice (25-39 g) were anaesthetized
with Ketalar® and 10 µl of an ethanolic solution containing
the irritant (25 µg of TPA, Sigma) and the appropriate amount
of the substances under testing were applied to the inner surface
of the right ear of mice (surface: about 1 cm 2 ), the left ear
remaining untreated. Control animals received only the irritant
and vehicle. Four hours later the animals were killed by cervical
dislocation and plug (9 mm in diameter) was removed
from both the treated and the untreated ear. The difference in
weight between the two plugs was taken as a measure of the
edematous response [12].
Statistical analysis. All data are represented as mean ± standard
error mean (SEM) or as percentages. The analysis of
variance (ANOVA) and the Dunnet’s test were used to compare
several groups with a control. P values of 0.05 or less
were considered significant. ED 50 values were evaluated
according to a linear regression model, plotting log dose versus
percentage or activity. Assuming that the drugs tested all
exert their anti-inflammatory effects by interacting reversibly
with one population of receptors, and that their effects is proportional
to the number of receptors occupied, the relationships
between the effect observed, V, and the dose of the drug
given, A, is presented by equation 1
V = V max .A/K+A (1).
Table 2. Data of inhibition for the combinations of compounds
1-3.
Combination dose Inhibition V V
(mg/ear) (%) (calculated) (experimental)
2 + 3 0.025 28.13* 6.61 4.14
0.25 82.93** 8.25 12.20
1 + 2 0.025 26.69* 3.6 3.88
0.25 87.53** 9.39 12.88
1 + 3 0.025 20.05 0.76 2.92
0.25 65.04** 8.56 9.56
1 + 2 + 3 0.017 21.14 7.28 3.12
* p < 0.05; ** p < 0.01
0.17 56.64 6.45 8.36

Anti-inflammatory Active Compounds from the n-Hexane Extract of Euphorbia hirta 105
References
HO
Figura 1.
HO
1
The parameters which characterize this equation, and
which can be estimated from the observations are V max , the
maximum effect which is theoretically attained when all
receptors are occupied by an infinite dose of the drugs, and K,
the dissociation constant for the drug-receptor complex.
In the present study estimates of Vmax and K were determined
by a regression linear transformation of equation 1. In
order to obtain response metameters, (V experimental), which
increase with increasing doses of the drugs, the difference
between the mean response observed in the vehicle-treated mice
and the response observed in the drug-treated mice was taken.
Under the assumptions stated earlier and under the
assumption that the drugs act additively, the activities (V calculated)
of dual and triple drug combinations may be predicted
by the following equations.
HO
3
2
1. Yoshida, T.; Chen, L.; Shingu, T.; Okuda, T. Chem. Pharm. Bull.
1988, 36, 2940-2949.
2. Martínez. M. A.; Evangelista, V.; Mendoza, M.; Morales, G.;
Toledo, G. Wong Catálogo de Plantas Útiles de la Sierra Norte de
Puebla, México. Instituto de Biología UNAM pp 110. 1995.
3. Lanhers, M.C.; Fleurentin, J.; Dorfman, P.; Mortier, F.; Pelt, J.
M. Planta Med. 1991, 57, 225-231.
4. Yasukawa, K.; Takido, M.; Takenchi, M. Chem. Pharm. Bull.
1989, 37, 1071-1073.
5. Yasukawa, K.; Takido, M.; Matsumoto, T.; Takeuchi, M.; Nakagawa,
S. Oncology 1991, 48, 72-76.
6. Akihisa, T.; Yasukawa, K.; Oinuma, H.; Kasahara, Y.; Yamanouchi,
S.; Takido, M.; Kumaki, K.; Tamura, T. Phytochemistry
1996, 43, 1255-1260.
7. Seegers, J. M.; Jager, L. P.; Zandberg, P.; Van Noordwijk, J.
Arch. Int. Pharmacology 1981, 251, 237-254.
8. De Pascual, J.; Urones, J. G.; Marcos, Y. S.; Basabe, P.; Sexmero,
Ma. J.; Fernández, R. Phytochemistry 1987, 26, 1767-1776.
9. Knight, S. A. Org. Mag. Res. 1974, 6, 603-611.
10. Wright, J. L. C.; Shimizu, S.; Smith, D. G.; Walter, J. A.; Idler,
D.; Khalil, W. Can. J. Chem. 1978, 50, 1898-1903.
11. Tubaro, A.; Dri, P.; Delbello, G.; Zilli, C.; Della Loggia R.
Agents Actions 1985, 17, 341-349.
12. Della Loggia R.; Tubaro, A.; Sosa, S.; Becker, H.; Saar, St.;
Isaac, O. Planta Med. 1994, 60, 516-520.
Vab = A.V max a.K b + B.V max b.K a /K a .K b + A.K b + Bk a
Vabc = A.V max a.K b .K c + B.V max b.K a K c + C.V max c.K a .K b /
K a .K b .K c + A.K b .K c + B.K a .K c + Ck a .K b
In which for drugs a, b and c respectively: K a , K b and K c =
the dissociation constant of the drug-receptor complex. V max a,
V max b and V max c = the maximum effect. A, B and C = the dose.
V ab and V abc are the effects of the dual and triple combinations,
respectively. The differences between the measured
effects of each combination and the expected effects were
tested at the 5% level of significance using the estimate of the
standard error of the mean response observed. The effect of a
combination is classified as additive when the mean response
observed does not differ significantly from its expectation.
Acknowledgments
This work has been supported by CONACYT Project (25494/N)

Revista de la Sociedad Química de México, Vol. 43, Núms. 3, 4 (1999) 106-109
Investigación
Fotoadiciones de etanol a 6b-angeloiloxifuranoeremofil-10bH,9-ona
y sus derivados
Manuel Jiménez-Estrada*, Ricardo Reyes-Chilpa, Eugenia Cerqueda e Isabel Saad
Instituto de Química de la Universidad Nacional Autónoma de México. Circuito Exterior, Ciudad Universitaria, Coyoacán,
04510 México, D.F. Teléfono: (52)56-22-44-30; Fax (52)56-16-22-17; E-mail: manuelj@servidor.unam.mx
Dedicado a la memoria de la Dra. Lydia Rodríguez-Hahn
Resumen. Para identificar los grupos funcionales capaces de ser fotoexcitados,
la 6β-angeloiloxi-furanoeremofil-10βH-9-ona (aislada de
Senecio praecox) fue sujeta a una fotoadición de etanol, en presencia
de benzofenona como sensibilizador. Se concluyó que el grupo carbonilo
en C-9 es requerido para la reacción, y que el doble enlace
C 11 -C 12 - es el más reactivo.
Palabras clave: fotólisis, fotoadición, eremofilona, sensibilizador.
Abstract. In order to identify the functional groups able to be photoexcitated,
the 6β-angeloyloxyfuranoeremophil-10βH-9-one (isolated
from Senecio praecox) was subjected to ethanol photoaddition in
the presence of benzophenone as sensitizer. It was concluded that the
C-9 carbonyl group is required for the reaction, and that the C 11 C 12
double bond is the most reactive.
Key words: photolysis, photoaddition, eremophilone, sensitizer
Introducción
Del tallo de Senecio praecox (Familia Compositae, Tribu Senecioneae)
se obtiene principalmente el 6β-angeloiloxifuranoeremofil-10βH-9-ona
(1) [1-3]. Este compuesto contiene grupos
funcionales que pueden ser excitados electrónicamente debido a
la energía lumínica que absorben principalmente de la región
ultravioleta del espectro electromagnético, llevándolos a estados
excitados de triplete y de singulete. Estos estados de alta energía
se pueden alcanzar por reacciones químicas y/o por procesos enzimáticos
en las células y organelos, en ausencia de luz [4]. Los
metabolitos secundarios alcanzan estos estados excitados in vivo,
y probablemente juegan un papel importante en los procesos de
la vida de las plantas [5], por lo que resulta interesante conocer el
comportamiento fotoquímico de estos metabolitos. El etanol, al
ser excitado fotoquímicamente, es capaz de generar radicales
libres. Estas especies químicas reactivas causan variados efectos
sobre las células, las enzimas y las moléculas de los procesos
vitales; por ello resulta interesante conocer su efecto sobre los
productos naturales. En esta ocasión se informa de las fotoadiciones
de etanol al compuesto 1 y derivados en presencia o
ausencia de un fotosensiblizador (benzofenona).
Resultados y discusión
El compuesto 1 se obtuvo de los tallos del extracto metanólico
de Senecio praecox [6] mediante procedimientos convencionales.
Las condiciones de las fotorreacciones se muestran en la
Tabla 1 y se llevaron a cabo en un equipo fotoquímico Rayonet.
Se encontró que la doble ligadura del angelato en algunos
casos se isomeriza de trans a cis . Se hidrogenó dicha doble
ligadura con Pd/C (5%) y se obtuvo 2, que al someterlo a irradiación
se observó la formación de mezclas complejas de productos.
Sin embargo, cuando 1 se sometió a irradiación en
etanol con lámparas de 350 nm en presencia de un fotosensibilizador
(benzofenona) se obtuvieron cuatro compuestos, que
se caracterizaron como 3, 4, 5 y 6 (Fig. 1). Por otra parte,
1
H
O
9
O
EtOH
350 nm
H O O
Ph
H
O
O
OR'
H
O
O
OR
Ph
15
OAng
OH
OR
Figura 1.
1
3 4 4a 5
R OAng OAng H
R' H Ac H
6 6a
R H Ac

Fotoadiciones de etanol a 6β-angeloiloxifuranoeremofil-10βΗ,9-ona y sus derivados 107
H O O
EtOH
350 nm
H O O
OH
H O O OH
sens.
O
O
O
O
2
7
7a
H
OH
O
H
O
O
OAng
Figura 2.
8 9
cuando 2 se irradió en las mismas condiciones que 1 se formaron
7 y 7a (Fig. 2). El desplazamiento químico de la señal
correpondiente a H-10 indica que 6 y 7a son epímeros.
Los fotoproductos indican que hay una reacción inicial
del etanol, que por efecto del sensibilizador [7] pasa a un estado
excitado de triplete y lo tranforma al radical libre (Fig. 3),
el cual por adición al doble enlace [8] del anillo furánico,
provoca la ruptura homolítica del enlace C-O del angelato. En
la Fig. 3 se muestra la formación de los diferentes radicales
libres que se generan y que podrían explicar la formación de
los productos.
Para conocer el efecto que tiene el carbonilo en C-9 sobre
el resto de la molécula, 1 se redujo con NaBH 4 y se obtuvo 8
(no se determinó la estereoquímica de los centros quirales formados).
Al irradiar 8 en las condiciones indicadas en la tabla
3, solo se forma el compuesto 1.
Finalmente, el compuesto 1 se redujo a la cetona 9 con
polvo de Zn. 9 se sometió al efecto de la luz ultravioleta
durante 8.5 h y se transformó a 6 y 7a. En resumen, la presencia
del grupo carbonilo en C-9 favorece la activación electrónica
de 1 y permite que el doble enlace C(11)-C(12) [9] del
anillo furánico sea capaz de adicionar los radicales libres formados
y por una posterior eliminación de átomos de hidrógeno
se llega a los fotoproductos. Asimismo, el carbonilo induce
una corriente electrónica a través del anillo furánico para activar
alílicamente al enlace C(6)-OAng. En el caso del producto
5, la ruptura fue en el enlace O-Ang. La reconversión del alcohol
8 al compuesto original en las condiciones de fotorreacción
sugiere que en la naturaleza este sistema electrónico debe
participar en procesos oxido-reductivos.
Parte experimental
Los puntos de fusión se determinaron en un aparato Fisher-Jones
y no están corregidos. Las cromatografías en columna (cc) se
efectuaron en alúmina Alcoa F-20 (80-200), silicagel 60 Merck
(70-230) y cromataplacas de silicagel F-254 Merck de 2 mm de
espesor. Los espectros de UV se determinaron en hexano,
metanol y etanol en un espectrofotómetro, UV 160V Shimadzu.
Los espectros de IR se hicieron en película y en solución, en un
espectrofotómetro IR Nicolet FT-IR 55X. Los espectros de
RMN se hicieron en espectrómetros Varian Gemini-200 o
Varian VXR-300S. Los desplazamientos químicos estan dados
en ppm (δ) referidos al TMS. Los espectros de masas se determinaron
en un espectrómetro Hewlett-Packard modelo 5945A, a
70 eV. Las irradiaciones se hicieron en un reactor fotoquímico
Rayonet NORPR-100 con lámparas a 253.7, 300 y 350 nm. Las
soluciones se burbujearon con argón, la temperatura se mantuvo
entre 20° y 25°C con un recirculador de agua.
Hidrogenación de 1. Una solución del compuesto 1 (2g) en
AcOEt (75 ml) se hidrogenó en presencia de Pd/C (5%) (200
mg) hasta que terminó la absorción de hidrógeno, se filtró el
catalizador, se evaporó el disolvente quedando el derivado
hidrogenado (2), como un residuo aceitoso, Rf 0.53 (AcOEt-
C 6 H 6 , l:9); UV (EtOH) λ max (log ε) 220 (3.51), 283 (3.7)
nm; IR (CHCl 3 ) ν max 1730, 1675, 1620, 1540 cm –1 ; RMN 1 H
(CDCl 3 , 200 MHz) δ 7.38 (m, l H, H-12), 6.24 (s, l H, H-6),
2.74 (d, J = 5 Hz, l H, H-10), 2.39 (m, J = 6Hz, l H, H-17)
2.06 (d, J = l Hz, 3 H, Me-11), l.19 (d, J = 2Hz, 3H, Me-17),
C 6 H 5
O
C 6 H 5
hν
350 nm
C 6 H 5
O
C 6 H 5
*
3
EtOH
OH
O
OH
C 6 H 5 C 6 H 5
Figura 3.

108 Rev. Soc. Quím. Méx. Vol. 43, Núms. 3, 4 (1999) Manuel Jiménez-Estrada et al.
Tabla 1. Datos referentes a la fotólisis de 1.
Cantidad Disolvente Sensibil. λ (nm) t (h) δ H-18 Observ.
(mg) (ml) (mg)
100 a (10) - 254 11 6.84 ++
100 b (10) - 254 11 6.85 ++
100 + j (100) c (10) - 254 11 - +
100 e (10) - 254 8 - +
- 350 7 6.85 ++
100 f (300) - 300 8 - +
100 c (10) - 300 8 - +
- 350 12 6.86 ++
100 f (10) i (50) 300 8 - +
- 350 12 - +
100 f (10) - 300 8 - +
100 d (10) - 350 12 6.87 ++
100 b (10) - 300 8 - +
- 350 12 6.85 ++
100 + j (100) c (10) - 300 11 - +
100 + k (10) g (10) - 300 24 - +
100 f (10) i (50) 350 11 - +
a: AcOEt; b: Me 2 CO; c: C 6 H 6 ; d: CHCl 3 ; e: EtOH; f: C 6 H 12 ; g: CCl 4 ; h): THF; i:
acetofenona; j: anhídrido maleico; k: peróxido de benzoílo; + : sin cambio; ++: isomerización.
1.10 (s, 3 H, Me-5), 0.9 (d, J = 6 Hz, 3 H, Me-4).
Fotólisis de 1 en etanol en presencia de benzofenona. A una
solución de 1 (500 mg) en etanol (300 ml) se le agregó benzofenona
(100 mg). Después de 1.5 h de irradiación con lámparas
de 350 nm se evaporó el disolvente, y se obtuvo un
residuo aceitoso amarillento (las fotorreacciones se controlaron
por cromatografía en capa fina). Los fotoproductos se
separaron por cromatografía en columna con alúmina Alcoa
F-20 (150 g) y como eluyentes hexano-C 6 H 6 -AcOEt, en polaridad
creciente. De las fracciones eluidas con hexano-C 6 H 6
25:75 hasta C 6 H 6 (100%) cristalizó el fotoproducto 3, que se
purificó por cromatografía preparativa en capa fina, eluyendo
con una mezcla de C 6 H 6 -AcOEt, 9:1. Se recristalizó de hexano;
cristales blancos (5.9% de rend.), pf 189-90°C; UV
(EtOH) λ max (log ε) 220 (4.4), 285 (3.4) nm; IR (CHCl 3 ) ν max
3590, 1660, 1600 cm –1 ; RMN 1 H (CDCl 3 , 200 MHz) δ 7.33
(m, 10 H, Ar-H), 4.0 (s, 2 H, H-1, H-2), 3.55 (d, J = 9Hz, 1 H,
H-10), 2.5 (OH), 2.42 y 2.26 (dd, J = 6, J=18 Hz, 2 H, H-6’,
H-6), 0.95 (d, J = 1.5Hz, 3H, Me-11), 0.78 (d, J = 9 Hz, 3 H,
Me-4) y 0.75 ppm (s, 3 H, Me-5); EMIE m/z (int. rel): 232 M +
(73). Anal C 80.18%, H 7.4%, calcd para C 28 H 32 O 3 , C
80.73%, H 7.74%. Al eluir con C 6 H 6 -AcOEt (95:5), se obtuvieron
dos productos que se separaron por cromatoplaca eluyendo
dos veces con C 6 H 6 -AcOEt-hexano (6:3:1). 4 es un
aceite amarillo de Rf 0.49 (C 6 H 6 -AcOEt, 7:3); 11% de
rendimiento; UV (EtOH) λ max (log ε) 221 (4.0), 292 (3.8) nm;
IR (CHCl 3 ) ν max 3595, 1710, 1675, 1620, 1555 cm –1 ; RMN
1H (CDCl 3 , 200 MHz) δ 6.23 (s, 1 H, H-6), 5.98 (c, J = 12, J =
24 Hz, 1 H), 4.85 (c, J = 12 J = 24 Hz, 1 H, H-base del alcohol,
H-21), 2.58 (d, J = 6, 5 Hz, 1 H, H-10), l.95 (d, J = 1.5
Hz, 3 H, Me-11), 1.5 (d, J = 9 Hz, 3 H, Me-21), 1.0 (s, 3 H,
Me-5), 0.84 (d, J = 9Hz, 3 H, Me-4). EMIE m/z (int. rel.): 374
M + (40). El producto 5 (6.3%) cristalizó de acetona, cristales
Tabla 3. Datos referentes a la fotólisis de 9.
Cantidad Disolvente Sensibil. λ (nm) t (h) Observ.
(mg) (ml) (mg)
50 b (10) - 300 10 &
100 b (10) - 350 22 &
11 c (10) - 350 22 &
30 e (5) - 254 5 &
50 e (10) n (5) 254 4 +++
100 e (10) - 300 6 &
100 e (10) n (10) 300 6 &
100 e (10) - 350 22 &
100 e (10) n (10) 350 18 +++
50 f (10) - 254 8.5 &
50 f (10) - 300 10 +++
50 f (10) n (5) 300 10 +++
100 f (10) n (5) 350 22 &
Las letras tienen el mismo significado de las Tablas 1 y 2. n: benzofenona; &: identificación
de 1.
Tabla 2. Datos referentes a la fotólisis de 2.
Cantidad (mg) Disolvente λ (nm) t (h) Observ.
100 f (10) 254 7 +
350 6 +++
100 h (10) 254 7 +
350 6 +++
100 m (10) 350 7 +
350 6 +++
Las letras tienen el mismo significado de la Tabla 1. m: metanol; +++: formación de va -
rios productos.
blancos, pf 131-133°C; UV (EtOH) ν max (log ε) 228 (3.4), 290
(3.3) nm; IR (CHCl 3 ) λ max 3610, l675, 1620, 1550 cm –1 ; RMN
1H (CDCl 3 , 200MHz) δ 7.32 (m, 1 H, H-12), 4.92 (s, 1 H, H-
6), 2.58 (d, J = 3, 6 Hz, 1 H, H-10), 2.3 (OH), 2.06 (d, J =l .5
H, 3H, Me-11), 1.10 (s, 3 H, Me-5) y 0.83 ppm (d, J = 10 Hz,
3 H, Me-4). EMIE m/z (int. rel.) 248 M + (25). La continuación
de la cromatografía principal con C 6 H 6 -AcOEt (9:1) hasta
C 6 H 6 -AcOEt (4:1), condujo a la obtención de 6 (91%), aceite,
Rf 0.31 (C 6 H 6 -AcOEt, 7:3); UV (EtOH) λ max (log ε) 230
(3.5), 291 (3.8) nm; IR (CHCl 3 ) ν max : 3959, 1665, 1615, 1550
cm –1 ; RMN 1 H (CCl 4 + D 2 O): δ 4.82 (c, J = 6 Hz, 1 H), 3.2 (d,

Fotoadiciones de etanol a 6β-angeloiloxifuranoeremofil-10βΗ,9-ona y sus derivados 109
J = 6 Hz, 1 H, H-10), 2.52, 2.39 (dd, J = l.7, J = 3.6 Hz, 2H,
H-6’, H-6), 1.98 (d, J = l Hz, 3 H, Me-11), 1.5 (d, J = 7 Hz, 3
H, Me), 0.92 (d, J = 6Hz, 3 H, Me-4), 0.74 (s, 3 H, Me-5).
Fotólisis del derivado hidrogenado 2. Se llevó a cabo en las
condiciones descritas para el compuesto 1 utilizando 2 (500
mg), etanol (300 ml) y benzofenona (100 mg). Los productos
se separaron por CC y CPCF, para obtener un aceite, 7: Rf
0.96 (C 6 H 6 -AcOEt 7:3); IR (CHCl 3 ) λ max 3590, 1730, 1675,
1600, 1545 cm –1 ; RMN 1 H (CDCl 3 , 200 MHz) δ 6.22 (s, 1 H,
H-6), 4.95 (c, J = 12 Hz, H-base OH), 2.79 (d, ancho, H-10),
2.59 (OH), 2.25 (d, J = 1.5 Hz, 3H, Me-11), 1.08 (s, 3H, Me-
5), 0.93 (d, J = 6 Hz, 3 H, Me-4); 7a (aceite), presentó el
mismo Rf que 6; IR (CHCl 3 ) λ max 3595, 1660 cm –1 ; RMN 1 H
(CDCl 3 , 200 MHz) δ 4.86 (c, J = 8Hz, H-base OH), 2.88 (d, J
= 6 Hz, 1 H, H-10), 1.54 (d, J = 7 Hz, 3H, Me-base de OH),
1.06 (s, 3 H, Me-5), 0.93 (d, J = 6Hz, 3H, Me-4).
Derivado acetilado de 4. El compuesto 4 (38 mg) se disolvió
en 1 ml de piridina y se le agregó anhídrido acético (1 ml). La
mezcla se calentó en baño maría durante una hora, después de
lo cual se extrajo con acetato de etilo. La fase orgánica se lavó
con HCl (10%) y con agua hasta neutralidad, se secó con
sulfato de sodio anhídro y se evaporó a sequedad, para obtener
4a, como un aceite, Rf 0.50 (C 6 H 6 -AcOEt 9:1). IR (CHCl 3 )
λ max 1735, 1675, 1600, 1550 cm –1 ; RMN 1 H (CCl 4 , 200 MHz)
δ 6.23 (s, 1 H, H-6), 5.95 (c, J = 6Hz, 1 H, H-l8), 2.64 (d, J =
6Hz, 1 H, H-10), 2.01 (d, J = 1.5 Hz, 3 H, Me-11), 2.0 (s, 3 H,
Me-21), l.08 (s, 3 H, Me-5), 0.91 (d, J = 6Hz, 3 H, Me-4).
Derivado acetilado de 6. El compuesto 6 (30 mg) se acetiló
en la forma usual. Al evaporar el disolvente se obtuvo 6a, un
aceite café, Rf 0.39 (C 6 H 6 -AcOEt, 9:1); IR (CHCl 3 ) λ max
1710, 1660, 1555, 1505 cm –1 ; RMN 1 H (CDCl 3 , 200 MHz) δ
5.9 (c, J = 12 Hz, 1 H, H-16), 2.6 (d, J = 6Hz, 1 H, H-10),
2.52, 2.40 (dd, J = 16 J = 3.4 Hz, 2H, H-6´, H-6), 2.0 (s, 3 H,
Me), 1.98 (d, J = 1 Hz, 3H, Me-11), 1.58 (d, J = 9Hz, 3 H,
Me-16), 0.9 (d, J = 9 Hz, 3 H, Me-4), 0.77 ppm (s, 3 H, Me-
5).
Obtención del 6b-Angeloiloxi-9-hidroxi-10bH-furanoeremofilano
8. El compuesto 1 (2 g) se disolvió en metanol (75
ml), se le agregó en frío una solución de NaBH 4 (2 g) en
metanol (25 ml) la mezcla se agitó 2 h a temperatura ambiente.
Se vertió en hielo y se extrajo con cloroformo; la fase orgánica
se lavó con ácido clorhídrico (10%) y con agua hasta
neutralidad, se secó con sulfato de sodio anhídro y se evaporó
el disolvente. La purificación se hizo por CC usando alúmina
Alcoa F-20 (80 g) y como eluyentes hexano-C 6 H 6 en polaridad
creciente. En las fracciones eluídas con hexano-C 6 H 6
(2:3), se obtuvo 8. Se recristalizó de acetona-pentano, cristales
blancos pf 110-12°C; UV (EtOH) (log ε) λ max 223 (3.7) nm;.
IR (CHCl 3 ) ν max 3600, 1710, 1645 cm –1 ; RMN 1 H (CDCl 3 ,
200 Mz) δ 7.10 (m, 1 H, H-12), 6.60 (s, 1H, H-6), 6.10 (c, J =
7 Hz, 1 H, H-18), 4.96 (d, J = 7Hz, 1 H, H-9), 2.10 (OH), 1.82
(d, J = 1.5 Hz, 3 H, Me-11), 0.99 (s, Me-5), 0.97 (d, J = 7 Hz,
Me-4).
Obtención de 9. El compuesto 1 (2 g) se disolvió en piridina
(14 ml) y se le adicionó Zn (15 g). Se sometió a agitación vigorosa,
calentando (8 h) en el baño de vapor y se dejó a temperatura
ambiente (14 h), se filtró y diluyó en agua, se extrajo
con cloroformo. La fase orgánica se lavó con ácido clorhídrico
(10%) y con agua hasta neutralidad, se secó con sulfato de
sodio anhídro y se evaporó el disolvente. Se cristalizó de éter
isopropílico, cristales blancos, pf 109-110°C; UV (EtOH) λ max
(log ε) 280 (3.5) nm; IR (CHCl 3 ) ν max 1660, 1600, 1530 cm –1 ;
RMN 1 H (CDCl 3 , 200 Mz) δ 7.38 (m, 1 H, H-12), 3.0, 2.4 (dd,
J = 18, 2 Hz, H-6’, H-6), 2.0 (d, J = 1.5 Hz, 3 H, Me-11), 1.08
(s, 3 H, Me-5), 0.9 (d, J=7Hz, 3H, Me-4); EMIE m/z (int. rel.)
232 M + (34).
Fotoadición de 9. Una solución de 9 (430 mg) en etanol (260
ml) y benzofenona (85 mg) se irradió (350 nm) durante 8.5 h.
Los fotoproductos se separaron por CC, empleando sílice (20
g) y eluyendo con hexano-C 6 H 6 -AcOEt en polaridad creciente.
Al eluir con C 6 H 6 -AcOEt 95:5, se obtuvo la mezcla de
fotoproductos 6 y 7a isómeros. IR (CHCl 3 ) λ max 3580, 1655,
1545 cm –1 ; RMN 1 H (CDCl 3 , 200 MHz) δ 4.93 (c, J = 10 Hz,
1 H, H-16), 4.10 (c, J = 10 Hz, 1 H, H-16), 3.55 (OH), 2.9, 2,2
(d d, J = 24, 7.0 Hz, 2 H, H-6’,H-6), 2.0 (d, J = 1.5 Hz, 3 H,
Me-11), l.55 (d, J = 12 Hz, 3 H, Me-16), l.05 (s, 3 H, Me-5),
0.87 (d, J = 10 Hz, 3 H, Me-4).
Referencias y notas
1. Ortega, A.; Romero, M.; Díaz, E. Rev. Latinamer. Quím. 1975, 6,
136-142.
2. Bohlmann, F.; Zdero, C. Chem. Ber. 1976,109, 819-825.
3. Samek, Z.; Harmatha, J.; Novotny, L.; Sorm, F. Coll. Czech.
Chem. Comm. 1969, 34, 2792-2808.
4. Cilento, G. Experientia, 1988, 44, 572-572.
5. Jiménez-Estrada, M.; Medina, F., Navarro, O. A.; Reyes-Chilpa,
R.; Macías, G.; Guerrero, R. C. Current Topics in Phytochemistry
(Life Sci. Adv) 1995, 14, 7-15
6. Cerqueda García E. Tesis Profesional. QFB, 1981, Fac. de Química,
UNAM. México. D.F.
7. Yamashita, T.; Watanabe, M.; Kojima, R.; Shiragami, T.; Shima,
K.; Yasuda, M. J. Photochem. Photobiol. A: Chemistry, 1998,
118, 165-171.
8. Turro N.J., Modern Molecular Photochemistry, Benjamin/Cummings
CA, 1978, p 362.
9. Kropp, P.J. Organic Photochemistry, 1979, Padwa, A. Ed.
Marcel Dekker Inc., New York, Vol. 4, Chap. 1, p.1.

Revista de la Sociedad Química de México, Vol. 43, Núms. 3, 4 (1999) 110-112
Investigación
Reaction of 4(7)-Aminobenzimidazole with Ethyl 2-Alkylmalonates
in 1,2,4-Trichlorobenzene
Lucía E. Valle-Aguilera, 1 * Marco M. González-Chávez, 1 and Roberto Martínez 2 *
1 Facultad de Ciencias Químicas, Universidad Autónoma de San Luis Potosí,
Av. Dr. Manuel Nava 6, Zona Universitaria, San Luis Potosí, S. L. P., México
2 Instituto de Química [1], Universidad Nacional Autónoma de México, Circuito Exterior, Ciudad Universitaria,
Coyoacán 04510, México, D. F. e-mail: robmar@servidor.unam.mx
Dedicado a la memoria de la Dra. Lydia Rodríguez-Hahn.
Resumen. La reacción del 4-(7)-aminobencimidazol (2) con malonato
de etilo o 2-alilmalonato de etilo, utilizando el 1,2,4-triclorobenceno
como disolvente, produce benzodiazepin-4,6-dionas y acetamido
bencimidazoles. Sin embargo, la reacción de (2) con el 2-metilmalonato
de etilo, o con derivados de 2-propilo o 2-butilo, produce,
además de compuestos similares a los anteriores, un tercer compuesto
identificado como una dihidroxiquinolina.
Abstract. The reaction of 4-(7)-aminobenzimidazole (2) with ethyl
malonate or ethyl 2-allylmalonate, using 1,2,4-trichlorobenzene as
the reaction solvent produces benzodiazepin-4,6-diones and acetamidobenzimidazoles.
However, reaction of (2) with ethyl 2-methylmalonate
as well as the 2-butyl and 2-propyl derivatives, produced
unknown dihydroxyquinolines in addition to benzodiazepin-4,6-
diones and acetamidobenzimidazoles.
Introduction
Since the discovery that 4,5,6,7-tetrahydro-5-methylimidazo[4,5,1-jk][1,4]benzodiazepin-1-(1H)-one
derivatives,
dessigned with the acronym TIBO derivatives, display potent
anti-HIV (human immunodeficiency virus, the causative agent
of AIDS) activity [2], the synthesis of new 1,4-benzodiazepines
has been the subject of intense study in many laboratories.
Some of the most interesting novel developments
include benzodiazepines (1) containing additional substituents
in the tricyclic moiety [3]. Recently, as part of our research for
new compounds with possible anti-HIV activity, we reported
[4] that condensation of 4(7)-aminobenzimidazole (2) with
ethyl 2-alkylmalonates (3) produces 4,5,6,7-tetrahydro-5-
alkylimidazo[1,5,4-ef][1,5]benzodiazepine-4,6-diones (4),
structurally similar to (1), and 2-alkyl-4(7)-(2’-ethoxycarbonyl)acetamidobenzimidazoles
(5a-e). However, in order to
improve the yields of compounds (4a-e ) (see Table 1), the
condensation was carried out using 1,2,4-trichlorobenzene
(TCB)[5] as solvent (Fig. 1). We wish to report herein the
results of this modification.
Results and Discussion
Refluxing a mixture of 4-(7)-aminobenzimidazole (2) and
ethyl malonate (3a) in 1,2,4-trichlorobenzene gave the benzodiazepinone
(4a) and the imidazole amide (5a) in yields significantly
different than those obtained without TCB (54% vs
19% and 6% vs 54%, respectively). On the other hand, reaction
of ethyl 2-methylmalonate (3b) with (2) produced three
compounds: a benzodiazepin-4,6-dione (4b), an acetamidobenzimidazole
(5b) and the hitherto unknown dihydroxy-
Table 1. Product Distribution (%) of Reaction of 4(7)-aminobenzimidazole
(2) with Ethyl 2-alkylmalonates (3).
Compound R 4 5 6
( * ) ( * ) ( * )
a H 54 6 0
( 19 ) ( 54 ) ( 0 )
b CH 3 ** 30 23 22
c C 3 H 7 8 21 53
( 12 ) ( 38 ) ( 0 )
d C 4 H 9 14 17 35
( 13 ) ( 51 ) ( 0 )
e C 3 H 5 12 41 0
* Yield obtained in previous work [4]
** This substituent was not used in previous work
( 20 ) ( 33 ) ( 0 )

Reaction of 4(7)-Aminobenzimidazole with Ethyl 2-Alkylmalonates in 1,2,4-Trichlorobenzene 111
Fig. 1. Products of Reaction of 4(7)-aminobenzimidazole (2) with Ethyl 2-alkylmalonates (3).
quinoline (6b) in 30%, 23% and 22% yield, respectively. The
formation of the dihydroxyquinoline 6b can be rationalized as
a malonamide type synthesis [6] from (5b) as a possible intermediate,
since the aforementionated method uses aniline and
malonic ester derivatives as starting materials.
As an extension of these studies we examined the reactions
of ethyl 2-propylmalonate (3c) and ethyl 2-butylmalonate (3d)
with (2). The reaction of (2) with (3c) gave (4c), (5c) and (6c)
in 8%, 21% and 53% yield, respectively, whereas reaction of
(2) with 3d produced (4d), (5d) and (6d) in 14%, 17% and 35%
yields. However, reaction of (2) with ethyl 2-allylmalonate (3e),
resulted only in the obtention of benzodiazepin-4,6-dione (4e,
12%) and the acetamidobenzimidazole (5e, 41%). All structures
were fully supported by their spectroscopic data. It is noteworthy
that the 1 H-NMR spectra of compounds (6b) and (6d)
showed the characteristic signals for both the enol (6) and
dienol (6’) form of these compounds [6] (Fig. 2).
In summary, the reaction of 7(4)-aminobenzimidazole (2)
with ethyl 2-alkylmalonates, when the alkyl is a methyl,
propyl or butyl group, using TCB as the reaction solvent, produces
three compounds: benzodiazepin-4, 6-diones, acetamidobenzimidazoles
and dihydroxyquinolines. On the other
hand, when the 2-alkyl substituent is a hydrogen or an allyl
group, the reaction gives benzodiazepin-4,6-diones and
acetamidobenzimidazoles as the only products.
Experimental
All melting points are uncorrected. The IR spectra were recorded
on a Nicolet FT-55X spectrophotometer. 1 H-NMR spectra
were determined on a Varian FT-200 and Varian FT-300 instrument,
obtained with the pulse sequence included as part of the
spectrometer’s software; samples were dissolved in hexadeuterio-methyl
sulfoxide or deuteriotrifluoroacetic acid solutions
tetramethylsilane as the internal standard. Column chromatography
was carried out using silica gel 230-400 mesh (Merck
Fig. 2. Enol (6) and dienol (6’) form of dihydroxyquinolines.

112 Rev. Soc. Quím. Méx. Vol. 43, Núms. 3, 4 (1999) Lucía E. Valle-Aguilera et al.
Kieselgel 60 F 254 ). Thin layer chromatography was carried out
using silica gel 60, 0.25 mm (Merck Kieselgel 60 PF 254 ). All
the solvents used were dried over appropriate drying agent.
The starting 4-(7)-aminobenzimidazole (2) was prepared
following a reported procedure [7]. The ethyl 2-alkylmalonates
(3a-e) were purchased from Aldrich. The 4,5,6,7-tetrahy-
dro-5-alkylimidazo[1,5,4-ef][1,5]benzodiazepine-4,6-
diones,(4a,c,d,e) and 4(7)-(2’-ethoxycarbonyl-2’-alkyl)acetamido
benzimidazoles, (5a,c,d,e) have been previously prepared
[4] and their structures were confirmed by their physical
and spectral data.
Reaction of 4-(7)-Aminobenzimidazole 2 with Ethyl malonate
3a.
A solution of ethyl malonate (3a, 288 mg, 1.8 mmoles) in
TCB (3.0 ml) was added to 200 mg (1.5 mmoles) of 2 dissolved
in hot ethanol. The mixture was stirred at 175°C for 3 h
and after this time the solvent was removed in vacuo. The
resulting oil was separated by flash chromatography (silica
gel, chloroform: ethanol, 70:30) to yield 4a (162 mg, 54%; mp
280-282°C; lit. 278-279°C [4]) and 5a (22 mg, 6%; mp 169-
171°C; lit. 170-171°C [4]) in pure form.
Reaction of 4-(7)-Aminobenzimidazole 2 with Ethyl 2-
methylmalonate 3b.
Compound 2 (200 mg, 1.5 mmoles) was allowed to react
with 3b (313 mg, 1.8 mmoles) according with the procedure
described above to give compounds 4b (97 mg, 30%), 5b (90
mg, 23%) and 6b (78 mg, 22%) in pure form.
4,5,6,7-Tetrahydro-5-methylimidazo[1,5,4-ef][1,5]benzodiazepine-4,6-dione,
4b.
Mp 249-251°C; IR (KBr) 3291, 1703, 1638 cm –1 ; 1 H
NMR (DMSO-d 6 , 200 MHz) δ 10.41 (1H, bs, NH), 8.25 (1H,
s, H-2), 7.90 (1H, d, J = 7.8 Hz, H-8), 7.30 (1H, d, J = 7.9 Hz,
H-10), 7.15 (1H, dd, J = 7.8, 7.9 Hz, H-9), 4.20 (1H, q, J = 6.9
Hz, H-5), 1.45 (3H, d, J = 6.9 Hz, CH 3 -C5). Anal. C, 61.41;
H, 4.21, calcd for C 11 H 9 N 3 O 2 , C, 61.39; H, 4.22.
4(7)-(2’-ethoxycarbonyl-2’-methyl)acetamidobenzimidazole,
5b.
Mp 292-293°C; IR (KBr) 3283, 1736, 1660 cm –1 ; 1 H
NMR (DMSO-d 6 , 200 MHz) δ 12.60 (1H, s, NH-3), 10.15
(1H, bs, NH-CO), 8.20 (1H, s, H-2), 7.90 (1H, d, J o = 7.9 Hz,
H-5), 7.27 (1H, d, J o = 7.8 Hz, H-7), 7.16 (1H, dd, J o = 7.8,
7.9 Hz, H-6), 4.15 (2H, q, J = 7.2 Hz, OCH 2 -CH 3 ), 4.10 (1H,
q, J = 7.0 Hz, H-3’), 1.3 (3H, d, J = 6.9 Hz, CH 3 -C3’), 1.15
(3H, t, J = 7.2 Hz, CH 3 -CH2O). Anal. C, 59.89; H, 5.41, calcd
for C 13 H 14 N 3 O 3 , C, 59.99; H, 5.42.
6,8-Dihydroxy-7-methyl-1H-imidazo[4,5-h]quinoline,
6b.
Mp 239-241°C; IR (KBr) 3246, 1708, 1628 cm –1 ; 1 H
NMR (DMSO-d 6 , 200 MHz) 6: δ 10.80 (bs, 1H, OH), 8.29 (s,
H-2), 7.62 (d, J o = 8.5 Hz, H-5), 7.29 (d, J o = 8.5 Hz, H-4),
5.30(bs, NH-CO), 1.44 (s, CH 3 -C7); 6’: δ 11.80 (bs, 1H, OH),
8.40 (s, H-2), 7.78 (d, J o = 8.7 Hz, H-5), 7.34 (d, J o = 8.7 Hz,
H-4), 2.03(3H, s, CH 3 -C7). Anal. C, 61.34; H, 4.20, calcd for
C 11 H 19 N 3 O 2 , C, 61.39; H, 4.22.
Reaction of 4-(7)-Aminobenzimidazole 2 with Ethyl 2-
propylmalonate 3c.
Compound 2 (200 mg, 1.5 mmoles) was allowed to react
with 3c (364 mg, 1.8 mmoles) according with the procedure
described above, to produce compounds 4c (28 mg; 8% mp
184-186°C; lit. [4].
185-186°C), 5c (89 mg; 21%, oil; lit. [4] oil) and 6c in
(194 mg, 53%).
6,8-Dihydroxy-7-propyl-1H-imidazo[4,5-h]quinoline, 6c.
Mp 309-311°C; IR (KBr) 3246, 1706, 1626 cm –1 ; 1 H
NMR (DMSO-d 6 , 200 MHz) 6’: δ 11.90 (1H, bs, OH-C6),
10.02 (1H, bs, OH-C8), 8.36 (1H, s, H-2), 7.75 (1H, d, J o =
8.5 Hz, H-5), 7.28 (1H, d, J o = 8.5 Hz, H-4), 2.58 (2H, t, J =
7.5 Hz, CH 2 -C7), 1.38 (2H, m, CH 2 -CH 3 ), 0.89 (3H, t, J = 7.8
Hz, CH 3 -CH 2 ). Anal. C, 64.24; H, 5.40, calcd for
C 13 H 13 N 3 O 2 , C, 64.18; H, 5.38.
Reaction of 4-(7)-Aminobenzimidazole 2 with Ethyl 2-
butylmalonate 3d.
Compound 2 (200 mg, 1.5 mmoles) was allowed to react
with 3d (385 mg, 1.8 mmoles), according with the procedure
described above, to give compounds 4d (53 mg; 14%, mp
327-328°C; lit. [4] >300°C), 5d (72 mg; 17%, oil, lit. [4] oil)
and 6d in (135 mg, 35%).
6,8-Dihydroxy-7-butyl-1H-imidazo[4,5-h]quinoline, 6d.
Mp 326-328°C; IR (KBr) 3242, 1706, 1624 cm –1 ; 1 H
NMR (DMSO-d 6 , 200 MHz) 6: δ 10.80 (bs, OH), 8.32 (s, H-
2), 7.61 (d, J o = 8.5 Hz, H-5), 7.28 (d, J o = 8.5 Hz, H-4), 5.30
(bs, NH-CO), 3.30 (m, CH 2 -C7), 1.50 (m, CH 2 -), 1.23 (m,
CH 2 -CH 3 ), 0.76 (t, J = 7.8 Hz, CH 3 ); 6’: δ 11.20 (bs, OH),
8.41 (s, H-2), 7.75 (d, J o = 8.7 Hz, H-5), 7.38 (d, J o = 8.7 Hz,
H-4), 3.30 (m, CH 2 -C7), 2.65 (CH 2 -), 1.8 (CH 2 -CH 3 ), 0.93 (t,
J = 7.8 Hz, CH 3 ). Anal. C, 65.33; H, 5.85, calcd for
C 14 H 15 N 3 O 2 , C, 65.35; H, 5.87.
Reaction of 4-(7)-Aminobenzimidazole 2 with Ethyl 2-
allylmalonate 3e.
Compound 2 (200 mg, 1.5 mmoles) was allowed to react
with 3e (360 mg, 1.8 mmoles) according with the procedure
described above, to produce compounds 4e (42 mg; 12%, mp
248-249°C; lit. [4] 240-241°C) and 5e (176 mg, 41%, oil; lit.
[4] oil).
References
1. Contribution No.1695 from Instituto de Química, UNAM
2. Pauwels, R.; Andries, K.; Desmyter, J.; Schols, D.; Kukla, M. J.;
Breslin, H. J.; Raeymaeckers, A.; Van Gelder, J.; Woestenborghs,
R.; Heykants, J.; Schellekens, K.; Janssen, M. A. C.; De Clercq,
E.; Janssen, P. A. J. Nature 1990, 343, 470-474.
3. Kukla, M. J.; Breslin, H. J; Pauwels, R.; Fedde, C. L.; Miranda,
M.; Scott, M. K.; Sherril, R. G.; Raeymaeckers, A.; Van Gelder,
J.; Andries, K.; Janssen, M. A. C.; De Clercq, E.; Janssen, P. A.
J. Med. Chem. 1991, 34, 746-751.
4. Martínez, R.; Valle, L.; González, M.; Romano, C. J. Heterocyclic
Chem. 1997, 34, 1043-1045
5. Ramos, T.; Avendaño, C.; Elguero, J. J. Heterocyclic Chem.
1987, 24, 247-249.
6. Rugheimer, L. Ber. 1884, 1, 736-739
7. Marcos, A.; Pedregal C.; Avendaño, C. Tetrahedron, 1991, 46,
7459-7464

Revista de la Sociedad Química de México, Vol. 43, Núms. 3, 4 (1999) 113-117
Investigación
Síntesis de derivados del 1-N-aminoindol en medios no acuosos a partir de la
1,4-dihidrocinolina obtenida por electrólisis en celda redox de flujo continuo ‡
Bernardo A. Frontana-Uribe 1 * y Claude Moinet 2
1 Instituto de Química-UNAM. Circuito Exterior, Ciudad Universitaria Coyoacán, 04510 México D.F.
E-mail: frontanau_ba@hotmail.com, Fax: (5) 6162203
2 Laboratoire d’Électrochimie et Organométalliques UMR CNRS 6509. Université de Rennes I Campus Beaulieu
35042 Rennes Cedex
En memoria de la Dra. Lydia Rodríguez-Hahn, impulsora del área de electrosíntesis orgánica
en el Instituto de Química de la UNAM
Resumen. En este trabajo se describe la síntesis de derivados del 1-
N-aminoindol en medios anhidros a partir de la 1,4-dihidrocinolina 4.
Esta se obtiene mediante la electrólisis de la 2-(orto-nitrofenil)-etilamina
1a en celda redox de flujo continuo. Los productos de contracción
del ciclo de la cinolina en 1-N-aminoindol se obtienen en
rendimiento bajo, pero demuestran la posibilidad de llevar a cabo esta
reacción en medios totalmente orgánicos, sin la necesidad de la adición
de agua en el medio de reacción, como está descrito en trabajos
precedentes.
Abstract. This work decribes the synthesis of 1-N-aminoindol derivatives
in organic anhydrous media from 1,4-dihydrocinnoline. 1,4-
dihydrocinnoline 4 is obtained by electrolysis of 2-(orto-nitrophenyl)-ethylamine
1a in a continuous flow redox cell. The cinnoline
ring contraction products are obtained in low yield, but they show the
possibility to carry out the reaction in organic media without water
addition, as it was noted in previous works.
Introducción
En un trabajo anterior describimos que la electrólisis de 2-
(orto-nitrofenil)-etilaminas N-substituidas 1, usando una celda
redox de flujo continuo, permite obtener satisfactoriamente los
1-N-aminoindoles N-substituidos 5’[1]. La única excepción a
este comportamiento se observó con la 2-(orto-nitrofenil)-
etilamina 1a, la cual produce en rendimiento moderado la 1,4-
dihidrocinolina 4 (Fig. 1).
Algunos derivados de los 1-N-aminoindoles N-substituidos
5’ han demostrado poseer propiedades biológicas interesantes
como antidepresores [2], en el tratamiento de la enfermedad de
Alzheimer [3], así como en la síntesis de productos heterocíclicos
[4]. La transformación de 1,4-dihidrocinolinas
4 en 1-N-aminoindoles N-substituidos
5’ en medios no acuosos no se encuentra
descrita en la literatura, de aquí el interés de
explorar diferentes vías de acceso al ciclo
del 1-N-aminoindol 5 y poder substituir la
amina primaria con una función específica
requerida.
La reacción electroquímica de formación
de N-aminoindoles N-substituidos 5’
‡ Contribución 1698 del Instituto de Química de
la UNAM.
NO 2
1a R = H
Figura 1.
NH R
Electrólisis
Redox
procede en medios anhidros orgánicos usando MeOH (HPLC)
y AcOLi/AcOH glacial (0.5 M) como electrolito soporte. Este
hecho permitió proponer como hipótesis, que la contracción
del ciclo de la 1,4-dihidrocinolina 4 se realiza en estas condiciones
mediante la especie diaziridínica 7 para formar los N-
aminoindoles N-substituidos 5’ (Fig. 2) [5]. Estas especies
diaziridínicas han sido descritas como intermediarios en la
contracción o expansión de ciclos heterocíclicos por métodos
fotoquímicos o térmicos [6]. En este trabajo intentamos utilizar
la 1,4-dihidrocinolina 4 electrogenerada a partir del compuesto
1a, como sintón de 1-N-aminoindoles N-substituidos 5’
en medios orgánicos, tratando de activar la contracción del
ciclo de seis miembros con reactivos electrofílicos.
2
NO
NH R
R=H
N
3
N
OH
R
- H 2 O
R=H
+ H +
- H 2 O
N
5'
NHR
N
N
N Oxidación N
4 al aire 9
H

114 Rev. Soc. Quím. Méx. Vol. 43, Núms. 3, 4 (1999) Bernardo A. Frontana-Uribe y Claude Moinet
3
Figura 2.
N
OH
N
- H 2 O
R + H+
Vía A
O
+
+ H 2O
N
N R Medios
4'
acuosos NH NH R
H
6
Vía B
Medios - H + - H 2 O
orgánicos
H
N
N R
7
5' N H H +
NHR
La 1,4-dihidrocinolina 4 se encuentra en equilibrio químico
con los 1-N-aminoindoles 5 cuando se someten a un medio
ácido acuoso a reflujo (Fig. 3) [7]. Este equilibrio se da en
función de los substituyentes de la 1,4-dihidrocinolina así
como de las condiciones experimentales. Esta reacción puede
desplazarse en el sentido de la formación del indol 5, si la
amina primaria generada se consume para formar un derivado
como 5’. Las reacciones normalmente empleadas para desplazar
el equilibrio son: la acetilación [2,8] o la formilación [9].
Sin embargo, las condiciones drásticas y en algunos casos la
lentitud de la reacción complican la transformación.
Figura 3.
4
R
N
H
N
H 3O
Reflujo
5
N
NH 2
R
RX
N
5'
H NR
R
El compuesto 1a se electroliza en una celda redox de
flujo continuo como está descrito precedentemente [1]. El
polarograma trazado después de la electrólisis, en donde la solución
circula sólo una vez por los electrodos, muestra la desaparición
casi total de 1a y la aparición de la onda polarográfica
característica de la 1,4-dihidrocinolina 4 (E½ = –1.35 V
Gráfica. 1). Después del tratamiento, separación y purificación
de la solución electrolizada, se aislan la 1,4-dihidrocinolina
4 y la cinolina 9 con un rendimiento respectivo de 45%
y 30% (Fig. 5). La cinolina se obtiene de la oxidación al aire
de la 1,4-dihidrocinolina, ya que ésta primera presenta una
señal polarográfica a –0.48 V que no se observa al final de la
electrólisis.
La reacción de la 1,4-dihidrocinolina 4 con cloruro de
acetilo y trietilamina en THF seco a reflujo, conduce a tres
productos mayoritarios (Fig. 6). El producto buscado de la
contracción del ciclo de la cinolina, el N-acetil-1-N-aminoindol
12, sólo se obtiene con un rendimiento del 15%.
La acilación del nitrógeno de la posición 1 del ciclo de la
1,4-dihidrocinolina 4, debe de disminuir la nucleofilia de este
átomo impidiendo la contracción del ciclo vía el intermediario
diaziridínico 7 (vide supra). Para que el nitrógeno de la posición
1 esté en condiciones de llevar a cabo la contracción del
ciclo, es necesario que si éste se acila, la reacción pueda revertirse
para dejar libre este átomo. Para ello es necesario que
el contra-ión del reactivo acilante esté presente durante todo el
proceso de la reacción. En el caso del uso de cloruro de acetilo
y trietilamina esto no ocurre ya que el ión cloruro es capturado
por la sal de amonio cuaternaria que se forma durante la desprotonación
de la 1,4-dihidrocinolina, formando una sal que
se deposita en el fondo del matraz de reacción. Como resultado,
el nitrógeno acilado de la posición 1 no puede participar
en ningún equilibrio y se favorece la doble acilación de la 1,4-
dihidrocinolina (producto 11).
El método tradicional de preparación de 1-N-aminoidoles
N-substituidos 5’ involucra la preparación del 1-N-amino indol
5 mediante la reacción de la hidroxilamina del ácido sulfónico y
el indol. La funcionalización de 5, solo permite obtener rendimientos
moderados del 1-N-aminoindol N-substituido 5’ [10].
Resultados y discusión
La 2-(orto-nitrofenil)-etilamina 1a se sintetiza directamente a
partir del orto-nitrofenilacetonitrilo 8, mediante la reducción
selectiva de la función nitrilo con el complejo borano-sulfuro
de dimetilo (CH 3 ) 2 S:BH 3 , haciendo una variación al método
descrito por Brown (Fig. 4) [15].
Figura 4.
8
CH 2 CN
(CH 3) 2S:BH 3
NO 2
1a
CH 2 CH 2 NH 2
NO 2
Fig. 5. Control polarográfico efectuado durante la electrólisis de 1a
15 mM en celda redox de flujo continuo en un medio hidroalcohólico
(80% MeOH 20% tampón acético-acetato 2.5 M pH = 4.7).
Velocidad de variación de potencial 5 mVs –1 , tiempo de caida de la
gota t = 2 s. a) Señales antes de la electrólisis b) Señales después
electrólisis.

Síntesis de derivados del 1-N-aminoindol en medios no acuosos a partir de la 1,4-dihidrocinolina… 115
N
N
COCH3
10 7%
diacilación del N-aminoindol generado (producto 13). Una
cantidad estequiométrica de anhídrido acético o bién la modificación
de las condiciones de reacción podrían mejorar estos
resultados preliminares.
Conclusión
Figura 6.
4
N
H
N
CH3COCl
Trietilamina
THF Reflujo
14 h
4
COCH3
11 45%
A fin de modificar las condiciones de reacción, se intentó
la experiencia con un reactivo de acilación más suave como el
anhídrido acético y sin trietilamina. En este caso el ion acetato
es liberado. Este puede desprotonar a la 1,4-dihidrocinolina 4
generando ácido acético que es soluble en el THF, capaz de
participar en el equilibrio de acilación-desacilación del nitrógeno
de la posición 1 de la 1,4-dihidrocinolina 4. Después de
la reacción a temperatura ambiente de la 1,4-dihidrocinolina 4
disuelta en anhídrido acético como disolvente y con una cantidad
catalítica de ácido p-toluensulfónico, se aislaron los productos
correspondientes a la contracción del ciclo en un 29%
y los productos de acilación del producto de partida (Fig. 7).
Si bien en estas condiciones la cantidad de N-acetil N-
aminoindoles aumentó al doble, aún fueron obtenidos en cantidades
apreciables los productos de monoacilación y diacilación
de la 1,4-dihidrocinolina 4 (productos 10 y 11). El
empleo del anhídrido acético como disolvente provoca la
Figura 7.
4
CH 3 COOCOCH 3
N T.A. 48 hrs
N
APTS cat
H
N
N
COCH3
N
12 15%
NCOCH3
H
N 10 8%
N
COCH 3
N
N COCH 3
COCH 3
N
NCOCH 3
H
11 15%
12 20%
N
13 9%
N
H 3 COC COCH 3
La reacción electroquímica redox en celda de flujo continuo
de la 2-(orto-nitrofenil)-etilamina 1a es una vía de acceso útil
y eficiente a la 1,4-dihidrocinolina 4. Debe ser posible aumentar
el rendimiento de la electrosíntesis de la 1,4-dihidrocinolina
4, si se realiza el trabajo de la reacción en una linea de
vacío y/o bajo condiciones libres de oxígeno para evitar su
oxidación al aire.
La reacción de acetilación de la 1,4-dihidrocinolina 4 en
medios orgánicos anhidros y a temperatura ambiente permite
obtener, aún en rendimientos modestos, el producto de contracción
del ciclo de seis miembros, el N-acetil N-aminoindol
12. Este producto se obtiene en condiciones mucho más
suaves que las empleadas en medios acuosos ácidos descritos
en la literatura [7,8,9]. Si bien el mecanismo de contracción
del ciclo en medios totalmente orgánicos no está completamente
elucidado, los resultados obtenidos no están en contradicción
con la hipótesis de un paso vía un sistema diaziridínico.
Los rendimientos deben poderse mejorar seleccionando
convenientemente los reactivos, disolventes y las condiciones
de dilución.
Parte experimental
Reactivos y soluciones. Todos los reactivos provienen de Aldrich
Chemical Co. o de Acros Organics Co. Estos fueron
empleados sin otra purificación a excepción del THF (este fue
destilado de benzofenona-sodio) empleado en la reducción con
(CH 3 ) 2 S:BH 3 . El metanol puro empleado en las electrosíntesis
fue Merck. Las soluciones tampón se prepararon con agua
desmineralizada. Cuando fue necesario, los productos obtenidos
se purificaron en columna “flash” sobre gel de sílice
(Acros 0.030-0.075 mm de diámetro). Las cromatografías en
capa fina fueron realizadas con placas de aluminio recubiertas
de gel de sílice (Macherey-Nagel Alugram Sil G/UV 254).
Equipos de análisis. Los espectros de RMN 1 H (200 MHz) y
13C (50 MHz) fueron registrados en un equipo Bruker DPI
200 FT. Los desplazamientos químicos (δ) se expresan en
partes por millón (ppm) respecto al TMS y las constantes de
acoplamiento (J) en Hertz. Los espectros de infrarrojo se
adquirieron empleando como soporte KBr con las técnicas de
película o pastilla en un espectrofotómetro Nicolet 205 FT-IR.
Los espectros de masas de alta resolución se realizaron mediante
la técnica de impacto electrónico (70 eV, I = 300 µA,
aceleración = 3 KV) con un espectrómetro de alta resolución
Varian MAT 311. Los puntos de fusión se determinaron en un
equipo Kofler y no están corregidos.

116 Rev. Soc. Quím. Méx. Vol. 43, Núms. 3, 4 (1999) Bernardo A. Frontana-Uribe y Claude Moinet
a) Contra-electrodo
b) Membrana catiónica
c) Cátodo poroso
d) Separador poroso
e) Ánodo Poroso
E 1 ,E 2 = Fuentes de poder
Flujo de la solución
a
b
E 1 E 2
c
d
e
R-NO
Cátodo poroso:
R
Reacciones que ocurren
en los electrodos porosos
Ánodo Poroso:
NO 2
+4e - +4H + -H 2 O
1 R 1'
NHOH
-2e - -2H +
NHOH
NO
Figura 8.
R-NO 2
R
1' R 2
Celda y equipo de electroquímica. La celda electroquímica
empleada para la electrosíntesis de la 1,4-dihidrocinolina 4 es
una celda tipo redox de flujo continuo y se empleó según la metodología
descrita (Fig. 8) [11]. La celda está equipada con dos
electrodos de fieltro de grafito Le Carbon Lorraine (5,2 cm de
diámetro, 12 cm de espesor) consecutivos y de polaridad opuesta.
Dos fuentes de poder (0-30 V, 3 A) permiten imponer la intensidad
de corriente necesaria en los dos circuitos eléctricos. La
intensidad de corriente necesaria se deduce de la ley de Faraday
considerando la cantidad de substrato que atraviesa los electrodos
por segundo; para la misma intensidad de corriente (I 1 = I 2 )
en los dos circuitos eléctricos, la intensidad de corriente catódica
es el doble de la intensidad anódica. Las electrólisis se controlaron
registrando el polarograma de la solución electrolizada.
Para los estudios polarográficos se empleó una celda de
tres electrodos y un potenciostato EG&G Princeton Applied
Reserch modelo 362 acoplado a un graficador XY Kipp &
Zonen. Los estudios electroanalíticos se realizaron en el
mismo medio de electrólisis, solución hidroalcohólica metanol/tampón
acético 2.5 M 4:1. La velocidad de variación del
potencial fue de 5 mVs –1 y el tiempo de caida de la gota (τ) de
2 s. Todos los valores de potencial descritos están referidos al
electrodo estandar de calomel.
2-(orto-nitrofenil)-etilamina 1a. Un matraz bola de 250 ml de
tres bocas se conectó a refrigerante con trampa de CaCl 2 , una
entrada de nitrógeno y un embudo isobárico de adición de 50
ml. El sistema se mantiene bajo corriente de nitrógeno y se
agrega, con ayuda de una jeringa, la solución de borano (4 mol
por mol de substrato, 10 ml 0.1 mol). La solución de borano se
agita magnéticamente enfriando el matraz bola en un baño de
hielo. El THF seco (30 ml) y el orto-nitrofenilacetonitrilo 8 (4
g 0.025 mol) se colocan en el embudo isobárico, y se adicionan
lentamente a la solución de borano (se observa un ligero burbujeo
de H 2 ). Después de la adición, se retiran el embudo y el
baño de hielo y una vez que la mezcla se encuentra a temperatura
ambiente, ésta se calienta a reflujo durante 12 h. (La reacción
debe ser cuidadosamente vigilada al principio del calentamiento
para evitar un sobrecalentamiento debido a la exotermicidad
de la reacción y debe hacerse dentro de la campana ya
que hay liberación (CH 3 ) 2 S). Posteriormente la solución se
coloca en un baño de hielo y se adiciona lentamente una solución
de HCl 1 N hasta obtener un pH < 1. (Operación a realizar
con cuidado, ya que si hay una gran cantidad de borano que no
reaccionó, puede ocurrir un fuerte desprendimiento de H 2 ). Se
retira el baño de hielo y se adicionan 30 ml de H 2 O, de la mezcla
se destila el THF y se mantiene a reflujo durante 2 h.
Después de enfriar a temperatura ambiente, la solución es
alcalinizada con una solución saturada de NaOH hasta pH >
12. La extracción con acetato de etilo (4 × 30 ml) permite aislar
la 2-(orto-nitrofenil)-etilamina 1a, la cual es un aceite amarillo
(aceite [12]); 3.6 g 86%. La amina se usa inmediatamente
en la siguiente reacción sin mayor purificación (pureza por
RMN 1 H > 95%). IR (KBr): 3296, 2938, 2868, 1664, 1609,
1525, 1442, 1351, 786, 743 cm –1 . RMN 1 H (CDCl 3 ); δ J = Hz:
7.82 (dd, 1H, J = 8.2, 1.6; H-3’), 7.48 (ddd, 1H, J = 8.3, 6.6,
1.4; H-5’) 7.35-7.22 (m, 2H; H-4’, H-6’), 2.95 (s, 4H; 2 ×
CH 2 ), 1.3 (ancho s, 2H, int.-D 2 O; NH 2 ).
1,4-dihidrocinolina 4. Usando la técnica de electrólisis redox
descrita precedentemente [1], fue electrolizada la 2-(ortonitrofenil)-etilamina
1a (1.65 g 9 mmol) disuelta en una solución
hidroalcohólica (600 ml de metanol/tampón acético 2.5
M 4:1). Después del tratamiento y separación de los productos
mediante cromatografía “flash” (éter de petróleo/AcOEt
80:20), se aisla la 1,4-dihidrocinolina 4 y esta se recristaliza
de una mezcla de éter/éter de petróleo. El producto 4 se
obtiene como cristales color crema p.f. 81-82°C (81-82.5°C
[13]); 0.56 g 45%. IR (KBr): 3306, 1602, 1468, 1434, 1298,
1252, 1191, 1036, 1014, 825, 790, 749, 706 cm –1 . RMN 1 H
(CDCl 3 ); δ J = Hz: 7.65 (s, 1H, int.-D 2 O; N-H), 7.12 (ddd, 1H,
J = 8.7, 6.7, 2.4; H-7), 7.05-6.9 (m, 2H; H-6, H-5), 6.76 (t, 1H,
J = 2.9; H-3), 6.66 (d, 1H, J = 7.8; H-8), 3.31 (d, 2H, J = 2.9;
CH 2 ). RMN 13 C (CDCl 3 ); δ ppm: 140.0, 136.1, 127.5, 126.9,
122.5, 115.0, 111.8, 27.1; EMAR I.E. (70 eV); m/z (int. rel.):
[M] + 132.0688 (54), [M-1] + 131 (100), 104 (5.52), 77 (22), 66
(4.2), 51 (13.7) 39 (4.7); C 8 H 8 N 2 [M] + calculado a 132.0687.
Cinolina 9. De la reacción de obtención de la 1,4-dihidrocinolina
4, después de la separación por cromatografía “flash”

Síntesis de derivados del 1-N-aminoindol en medios no acuosos a partir de la 1,4-dihidrocinolina… 117
(éter de petróleo/AcOEt 80:20), la cinolina 9 se obtiene como
un aceite café (aceite café [14]); 0.35 g 30%. IR (KBr): 3057,
1581, 1492, 1417, 1298, 1392, 1138, 1091, 845, 749, cm –1 ;
RMN 1 H (CDCl 3 ); δ ppm J = Hz: 9.25 (d, 1H, J = 5.9; H-3),
8.44 (dm, 1H, J = 7.6; H-8), 7.8-7.6 (m, 4H; H-7, H-6, H-5,
H-4). RMN 13 C (CDCl 3 ); δ 150.5, 144.7, 131.0, 130.5, 129.4,
126.4, 125.8, 122.5. EMAR I.E. (70 eV); m/z (int. rel.):
[M+1] + 131 (9.23), [M] + 130.0530 (100), 102 (65.1), 76
(38.8), 75 (11.6), 74 (9.4), 63 (7.4), 51 (12.7), 50 (22.3) 28
(13); C 8 H 6 N 2 [M] + calculado a 130.0531.
1-N-acetil-1,4-dihidrocinolina 10. La 1,4-dihidrocinolina 4
(0.360 g 2.72 mmol) y 10 ml de THF seco se colocan en un
matraz bola de 50 ml equipado con un refrigerante y una trampa
de CaCl 2 . A esta solución se adicionan el cloruro de acetilo (0.2
ml 0.214 g 2.27 mmol) y la trietilamina (0.380 ml 0.274 g 2.72
mmol); la solución se agita magnéticamente y se calienta a
reflujo durante 4 h. Una vez a temperatura ambiente, el precipitado
de Et 3 N + Cl – se separa por filtración y el THF se elimina en
el evaporador rotatorio. Finalmente la mezcla de productos se
purifica por cromatografía “flash” (éter de petróleo/AcOEt
90:10), aislando el compuesto 10 como un aceite incoloro;
0.025 g 7%; RMN 1 H (CDCl 3 ); δ ppm J = Hz: 8.14 (dd, 1H, J =
8.2, 1.2), 7.3-7.15 (m, 2H), 7.1 (ddd, 1H, J = 7.5, 7.5, 1.4; H-7),
7.01 (dd, 1H, J = 7.5, 0.9; H-5), 3.35 (d, 2H, J = 2.9; CH 2 ), 2.45
(s, 3H, COCH 3 ); RMN 13 C (CDCl 3 ); δ ppm: 171.6, 145.6,
134.6, 127.3, 127.29, 126.1, 121.3, 120.5, 28.7, 23.6.
1,2-diacetil-1,2-dihidrocinolina 11. El compuesto 11 formado
junto con los productos 10 y 12 es un aceite incoloro;
0.250 g 45%. IR (KBr): 3568, 3366, 3076, 2928, 2850, 1699,
1618, 1566, 1484, 1456, 1372, 1110, 1080, 1032, 902, 777,
709, 586 cm –1 ; RMN 1 H (CDCl 3 ); δ ppm J = Hz: 7.4 (d, 1H, J
= 7.1; H-3), 7.32-7.1 (m, 4H), 6.17 (d, 1H, J = 6.5; H-4), 2.15
(s, 3H; COCH 3 ), 2.05 (ancho s, 3H; COCH 3 ); RMN 13 C
(CDCl 3 ); δ ppm: 173.6, 171.1, 135.5, 129.3, 128.3, 128.0,
127.7, 125.6, 124.5, 112.15, 21.1, 20.2; EMAR I.E. (70 eV);
m/z (int. rel.): [M] + 216.0900 (1), [M + -CH2CO] + 174 (17),
131 (100), 102 (4), 77 (20), 43 (30); C 12 H 12 N 2 O 2 [M] + calculado
a 216.0898.
1-N-indoil-N-acetamida 12 (Dos confórmeros). El compuesto
12 formado junto con los productos 10 y 11 se obtiene
en forma de cristales blancos p.f. 139-140°C (141-142°C
[10]); 0.070 g 15%. IR (KBr): 3252, 2021, 1673, 1528, 1459,
1370, 1267, 1221, 1003, 743 cm –1 ; RMN 1 H (CDCl 3 ); δ ppm J
= Hz: 9.08 (s, int.-D 2 O;NH), 8.37 (s, int.-D 2 O; NH), 7.67-7.43
(m), 7.35-6.99 (m), 6.94 (d, 1H, J = 3.4; H-2), 6.77 (d, 1H, J =
3.4; H-2), 6.5 (d, 1H, J = 3.5; H-3), 6.39 (d, 1H, J = 3.5; H-3),
1.8 (s, 3H; COCH 3 ), 1.69 (s, 3H; COCH 3 ); RMN 13 C
(CDCl 3 ); δ ppm: 170.4, 170.2, 136.04, 135.7, 128.7, 128.1,
126.55, 126.36, 123.5, 122.6, 121.4, 121.2, 121.1, 120.5,
108.7, 108.6, 102.5, 102.2, 20.45, 18.6.
1,4-dihidrocinolina 4 (0.300 g 2.62 mmol) a 5 ml de anhídrido
acético recién destilado el cual se usa como disolvente. Se adicionó
a la solución una cantidad catalítica de ácido-p-toluensulfónico
y la mezcla se deja en agitación magnética a temperatura
ambiente durante 48 h. Después de la adicion de H 2 O (15
ml), se alcaliniza la solución con una solución saturada de
NaOH hasta pH > 12 y los productos orgánicos se extraen con
CH 2 Cl 2 (4 × 20 ml). La fase orgánica se seca con MgSO 4 y se
concentra en el evaporador rotativo. La mezcla de productos se
separa mediante cromatografía “flash” (éter de petróleo/AcOEt
90:10). El compuesto 13 se obtiene en forma de cristales blancos
p.f. 99-100°C (98.5-99.5°C[10]); 0.030 g 9%. IR (KBr):
3436, 3126, 3110, 1733, 1364, 1217, 1196, 993, 770 cm –1 ;
RMN 1 H (CDCl 3 ); δ ppm J = Hz: 7.62 (dd, 1H, J = 7.6,1; H-7),
7.32-7.12 (m, 2H; H-5, H-6), 7.09 (dd, 1H, J = 7.7,1; H-4),
6.98 (d, 1H, J = 3.5; H-2), 6.62 (dd, 1H, J = 3.5,0.8; H-3), 2.3
(s, 6H; COCH 3 ), 1.52 (s, 2H, int.-D 2 O; H 2 O).
Agradecimientos
B. A. Frontana-Uribe agradece a la DGAPA-UNAM por el
financiamiento otorgado para realizar sus estudios doctorales
en Francia, así como al laboratorio de electroquímica orgánica
de la Universidad de Rennes I Francia, por las facilidades
otorgadas para llevar a cabo este trabajo.
Referencias
1. Frontana-Uribe, B. A.; Moinet, C. Eur. J. Org. Chem. 1999, 419-
430.
2. Schatz, F.; Jahn, U.; Wagner-Jauregg, Th.; Zirngibl, L.; Thiele,
K. Arzneim. Forsch/Drug Res. 1980, 30, 919.
3. Klein, J. T.; Davis, L.; Olsen, G. E.; Wong, G. S.; Huger, F. P.;
Smith, C. P.; Petko, W. W.; Cornfeldt, M.; Wilker, J. C.; Blitzer,
R. D.; Landau, E.; Haroutunian, V.; Martin, L. L.; Effland, R. C.
J. Med. Chem. 1996, 39, 570-581.
4. Somei, M.; Natsume, M. Tetrahedron Letters 1974, 3605-3608;
Somei, M.; Matsubara, M.; Natsume, M. Chem. Pharm. Bull.
1975, 23, 2891-2898; Shen, J-K.; Katayama, H.; Takatsu, N.;
Shiro, I. J. Chem. Soc. Perkin Trans. 1 1993, 2087-2097.
5. Frontana-Uribe, B. A. Tesis de Doctorado, Université de Rennes
I, Francia 1999.
6. Snieckus, V.; Streith, J. Acc. Chem. Res. 1981, 14, 348-355.
7. Haddlesey, D. I.; Mayor, P. A.; Szinai, S. S. J. Chem. Soc. 1964,
5269-5274.
8. Belford, L. S.; Bruce, J. M. J. Chem. Soc. 1964, 4037-4044.
9. Ames, D. E.; Novitt, B. J. Chem. Soc. C 1970, 1700-1701.
10. Somei, M.; Natsume, M. Tetrahedron Letters 1974, 461-462.
11. Lamoreux, C.; Moinet, C. Bull. Soc. Chim. Fr. 1988, 59-65;
Lamoreux, C.; Moinet, C.; Tallec, A. Electrochim. Acta 1986, 31,
1-12; Moinet, C. J. physique IV 1994, 4, C1-175 - C1-184.
12. Muchowski, J. M. Can J. Chem 1971, 49, 2023-2028.
13. Belford, L. S.; Allen, G.; Bruce, J. M. J. Chem. Soc. 1963, 2867-
2870.
14. Maier, G. Chem. Ber. 1969, 102, 3310.
15. Brown, H. C.; Heim, P. J. Org. Chem. 1973, 38, 912-916.
N-acetil-1-N-indoil-N-acetamida 13 (Hidrato). En un matraz
bola de 50 ml equipado con una trampa de CaCl 2 se adiciona la

Revista de la Sociedad Química de México, Vol. 43, Núms. 3, 4 (1999) 118-122
Investigación
Expansión 5 fi 6 de compuestos heterocíclicos por el método
de Stork–De Selms
Marta E. Albores y Luis A. Maldonado*[1]
División de Estudios de Posgrado, Facultad de Química de la Universidad Nacional Autónoma de México,
Circuito Escolar, Ciudad Universitaria. Coyoacán 04510, México D.F. Teléfono: (52)56 22 44 49; Fax: 56 16 22 17;
E-mail: lammg@servidor.unam.mx
Dedicado a la memoria de la Dra. Lydia Rodríguez-Hahn
Resumen. Se describe la construcción de los sistemas anulares de cromona,
tiocromona y 4-quinolona por la expansión de acetatos de enol
heterocíclicos apropiados, con dibromocarbeno generado por el método
de Seyferth. También se informa del uso de este método para la
síntesis del acetato de 2-bromo-1-naftilo y del intento de síntesis del
anillo de flavona.
Palabras clave: expansión de anillos, reacción de Stork–De Selms,
síntesis, heterociclos.
Abstract. The construction of the chromone, thiochromone and 4-
quinolone ring systems by ring expansion of appropriate 5-membered
heterocyclic enol acetates, with dibromocarbene generated by
Seyferth’s method, is described. The use of the method for the synthesis
of 2-bromo-1-naphthyl acetate and an attempted synthesis of
the flavone ring are also reported.
Key words: ring expansion, Stork–De Selms reaction, synthesis, heterocycles.
Introducción
La expansión de cetonas cíclicas por tratamiento de los aductos
de sus éteres de enol y dihalocarbenos (2a) con sales de plata
para dar las homoenonas α-halogenadas 3 fue descrita simultáneamente
en 1962 por Birch y por Parham [2]. En 1966 Stork y
De Selms independientemente, sugirieron substituir en la reacción
anterior a los éteres de enol 1a por los acetatos de enol 1b
ya que estos generalmente se pueden obtener más fácil y regioespecíficamente
que los primeros, aumentando así considerablemente
el potencial práctico de esta transformación [3] (Fig. 1).
Además, en este último caso la saponificación de los aductos 2b
genera ciclopropilcarbinoles cuyas bases conjugadas pueden
facilitar la reacción de expansión, haciendo más versátil esta
reacción. Esto resulta importante si tomamos en cuenta que los
aductos biciclo[n.1.0]alcanos intermediarios se expanden espontáneamente
solo si n posee valores iguales a 3 o inferiores.
A pesar de lo interesante de esta transformación, el método
de Stork–De Selms prácticamente no se ha utilizado en síntesis
orgánica, por lo que nos pareció de interés investigar el
comportamiento de nuevos sustratos en esta reacción a fin de
evaluar la generalidad del procedimiento y explorar su versatilidad
en el campo de la química heterocíclica. Los resultados
aquí presentados constituyen una primera fase de nuestros estudios
en este campo.
Resultados y discusión
Los acetatos de enol estudiados en esta investigación fueron
los compuestos 5a-5d preparados como se indica en la Figura
2. Aunque el compuesto 5a no es heterocíclico, fue incluído
en este estudio por su semejanza estructural con los otros sustratos
5b-5d.
O
Y
Y X X
O
X
(CH 2 )x
(CH 2 )x
(CH 2 )x
(CH 2 )x
1a, Y = OR
1b, Y = OAc
2a, Y = OR
2b, Y = OAc
3
Figura 1.

Expansión 5 → 6 de compuestos heterocíclicos por el método de Stork–De Selms 119
Figura 2.
El compuesto 5a se obtuvo a partir de 1-indanona [4] por
tratamiento con acetato de isopropenilo y catálisis ácida,
mientras que los compuestos heterocíclicos conocidos 5b-5d
se prepararon por ciclación-descarboxilación-acetilación
simultáneas de los ácidos o-carboxifenilheteroacéticos 4b-4d,
siguiendo técnicas apropiadas ya conocidas (ver parte experimental).
La caracterización de estos compuestos se hizo por los
métodos espectroscópicos usuales y así sus espectros de IR
muestran las bandas de absorción características de los
acetatos de enol en 1770, 1625 y 1200 cm –1 . Sus espectros de
RMN 1 H presentan, además de las señales correspondientes a
los hidrógenos aromáticos (señal múltiple en δ 7.0-7.6), una
señal sencilla en δ 2.2-2.3 asignada al CH 3 del grupo acetato y
una señal en δ 5.60-7.85 para el hidrógeno vinílico. Como era
de esperar, el desplazamiento químico de esta señal a menor
campo aumenta con la electronegatividad del sustituyente Z, y
así el compuesto 5a presenta esta señal como un triplete (J =
4.5 Hz) en δ 5.60, mientras que los compuestos 5c, 5d y 5b la
presentan como señales sencillas en δ 7.35, 7.50 y 7.85,
respectivamente.
Como los esteres de enol son inestables en medios básicos,
los métodos convencionales de generar dihalocarbenos
que emplean estas condiciones (CHX 3 / NaOH o t-BuOK), no
se pueden usar aquí. Por lo tanto, se utilizó el método de
Seyferth [5] que emplea como reactivos a los trihalometilfenilmercurios
en condiciones neutras y anhidras, y que ha
mostrado ser especialmente útil para una gran variedad de sustratos
inestables en condiciones alcalinas.
Cuando se calentó a la temperatura de reflujo una solución
de 5a en benceno con un equivalente de tribromometilfenilmercurio
por varias horas, se obtuvo una mezcla compleja
de productos de la cual fue posible aislar en bajo rendimiento
(~ 15 %) y caracterizar (ver más adelante) al producto esperado
de la ciclopropanación y expansión: el acetato de 2-bromo-
1-naftilo 6. En este experimento también se pudieron aislar
Figura 3.
O
5a
Z
OAc
5a Z = CH2, R = H
5b Z = O, R = H
5c Z = S, R = H
5d Z = NAc, R = H
5e Z = O, R = C6H5
1) C 6H 5HgCBr 3
(C 6H 6) ∆
2) Ac 2O
R
6
OAc
CO 2 H
Z
R
4b Z = O, R = H
4c Z = S, R = H
4d Z = NH, R = H
4e Z = O, R = C6H5
Br
CO 2H
pequeñas cantidades de materia prima y de 2-bromo-1-naftol
(en un rendimiento combinado de ~ 5 %), pero no el aducto
intermediario como era de esperar. Aparentemente, parte del
producto de expansión es convertido en el fenol correspondiente,
el cual resulta inestable durante el proceso de aislamiento.
Por lo tanto, el crudo de reacción se acetiló (Ac 2 O y
piridina) antes de la purificación cromatográfica obteniéndose
el compuesto 6 en un satisfactorio 73 % de rendimiento (Fig.
3). En este segundo experimento se usó además 1.2 equivalentes
de tribromometilfenilmercurio, conservándose esta última
relación para los otros sustratos.
La caracterización de 6 se hizo por los métodos espectroscópicos
usuales y por comparación directa con una muestra
auténtica preparada por bromación del 1-naftol en presencia
de t-butilamina, seguido de acetilación [6].
Utilizando las condiciones de reacción anteriores para la
adición del dibromocarbeno (1.2 equivalentes de tribromometilfenilmercurio),
pero omitiendo la reacción de acetilación,
los acetatos de enol heterocíclicos 5b-5d produjeron
entonces los compuestos heterocíclicos de 6 miembros 7b-7d
en rendimientos aceptables de 55-70 % (Fig. 4).
5b, 5c, 5d
Figura 4.
C 6H 5HgCBr 3
(C 6H 6) ∆
Es importante hacer notar que para el caso del sustrato
5d, el producto de expansión obtenido 7d perdió el grupo N-
acetilo durante el trabajo de la reacción.
Los espectros de IR de estos compuestos ya no presentan
las bandas de absorción características de los acetatos de enol,
apareciendo en su lugar una banda de carbonilo en 1650 cm –1
(para 7b), en 1635 cm –1 (para 7c) o en 1620 cm –1 (para 7d).
Estos datos están de acuerdo con los descritos para cromonas,
tiocromonas y 4-quinolonas respectivamente [7]. Los espectros
de RMN 1 H de 7b-7d no resultaron definitivos para asignar
sus estructuras, ya que solo se observan señales complejas
entre δ 7.4-8.2 para los hidrógenos aromáticos que se sobreponen
a la señal sencilla del hidrógeno vinílico heterocíclico.
Por lo tanto, como afortunadamente estos tres compuestos son
conocidos [8-10], se decidió preparar cada uno de ellos para
compararlos directamente con los productos obtenidos por
nosotros, resultando en cada caso ser idénticos.
Se ha informado que el benzofurano reacciona con diclorocarbeno
para dar en bajo rendimiento el éter 2,2-bis(3-cloro-
3,4-cromenílico), mientras que el benzotiofeno es inerte al
diclorocarbeno aun en presencia de un gran exceso de este
[11]. Además de que nuestros experimentos demuestran que
la reactividad del doble enlace del sistema heterocíclico se
incrementa con la presencia del grupo acetato (lo cual era de
O
Z
Br
7b, Z = O
7c, Z = S
7d, Z = NH

120 Rev. Soc. Quím. Méx. Vol. 43, Núms. 3, 4 (1999) Marta E. Albores y Luis A. Maldonado
esperar), creemos que también eliminan la sugerencia hecha
de que la probable formación de un aducto entre los electrones
libres del azufre del benzotiofeno y el dihalocarbeno sea la
causante de su no reactividad en esta reacción.
También se encuentra descrito que la reacción de algunos
indoles 2,3-disubstituídos con dihalocarbenos produce indoleninas
en lugar de (o además de) los productos de expansión
del anillo heterocíclico [12]. Por el resultado obtenido con 5d,
es probable que esta reacción lateral se pueda evitar utilizando
como sustratos los acetatos de enol apropiados.
Puesto que el sistema heterocíclico de cromona (7b) se
encuentra ampliamente distribuído en productos naturales
como las flavonas, las isoflavonas y los rotenoides, se intentó
utilizar el método aquí descrito para preparar la 3-bromoflavona
8a (Fig. 5).
5e
Figura 5.
Con este fin se preparó el sustrato requerido, el 3-acetoxi-
2-fenilbenzofurano 5e como indica la Figura 2. Desafortunadamente
en las condiciones de reacción que fueron eficientes
para los otros sustratos aquí estudiados, el compuesto 5e
resultó inerte recuperándose inalterado casi en su totalidad (90
%). Aparentemente la posibilidad de deslocalización de la
doble ligadura del acetato de enol en el grupo fenilo, sumado al
efecto estérico del mismo, disminuye la reactividad del doble
enlace impidiendo la reacción con el dibromocarbeno. En un
último intento por contrarrestar los efectos anteriores se trató
de preparar la 3-fluoroflavona 8b, para lo cual en la reacción
anterior se cambió el dibromocarbeno por el difluorocarbeno,
ya que este es más pequeño y reactivo. Se calentó entonces 5e
con 10 equivalentes de clorodifluoroacetato de sodio a la temperatura
de ebullición de la diglima [13], pero una vez más se
recuperó de nuevo el sustrato inalterado (87 %).
En conclusión, se puede decir que a pesar de algunas limitaciones
debidas al factor estérico y a la necesidad de estudiar
más ejemplos, el método aquí presentado puede ser muy
conveniente en la síntesis de cromonas, tiocromonas y 4-quinolonas.
Asímismo, se debe hacer notar que la 3-bromocromona
(7b) puede ser una materia prima adecuada para preparar
isoflavonas mediante reacciones tipo Stille [14] o Suzuki
[15] y el sistema de 4-quinolona (7d) se encuentra presente en
algunos compuestos de interés farmacológico como el ácido
nalidíxico y los antibióticos quinolónicos [16].
O
O
X
8a X = Br
8b X = F
Parte experimental
1-Acetoxi-indeno 5a. Una mezcla de 13.2 g (0.1 mol) de 1-
indanona [4], 20 g (22 ml, 0.2 mol) de acetato de isopropenilo
y 0.1 g de ácido p-toluensulfónico se calentaron a la temperatura
de reflujo durante 17 h, mientras se eliminaba la acetona
formada por destilación a través de una columna Vigreaux de
12 cm de largo y 1.5 cm de diámetro. Se agregó 10 g más de
acetato de isopropenilo (11 ml, 0.1 mol) y se continuó la destilación
hasta completar 24 h de calentamiento. Se enfrió la
mezcla de reacción, se diluyó con Et 2 O y se lavó con solución
saturada de NaHCO 3 . Después del trabajo usual, el aceite de
residuo se destiló a presión reducida para dar 12.2 g (70 % de
rendimiento) de 5a; peb 150º/1. IR (película) ν max 1775, 1600,
1200 cm –1 ; RMN 1 H (CDCl 3 , 60 MHz) δ 7.15 (s, 4H), 5.65 (t,
J = 4.5 Hz, 1H), 2.80 (s, 2H), 2.25 (s, 3H).
Ácido o-carboxifeniloxiacético 4b. Se preparó oxidando el
ácido o-formilfeniloxiacético [17] por cualquiera de los 2 siguientes
métodos.
a) Con KMnO 4 : En un vaso de precipitados de 50 ml se
disolvió 1 g (5.5 mmol) del ácido o-formilfeniloxiacético en
10 ml de una solución acuosa de KHCO 3 (1.7 g, 17 mmol).
Se agitó magnéticamente mientras se agregó gota a gota en
aproximadamente 1 h, una solución de KMnO 4 (1 g, 6.3
mmol) en 16 ml de agua. El color del oxidante desaparece
rápidamente formándose el precipitado café de MnO 2 . Una
vez terminada la adición se continuó agitando por 30 min
más y se filtró a través de una capa de celita. La torta de
MnO 2 se lavó con agua caliente (3 x 3 ml), los filtrados
reunidos se enfriaron en un baño de hielo y se aciduló con
H 2 SO 4 al 20 %. El sólido blanco que precipitó se filtró, se
lavó con agua fría y se dejó secar al aire para dar 0.8 g del
diácido 4b, pf 184-189º. Este producto crudo se usó para la
reacción de ciclación, aunque por cpf (5 ml de CHCl 3 -5 gotas
de AcOH, 5 eluciones) se determinó que contiene ~ 5 % de
materia prima.
b) Con Ag 2 O: En un vaso de precipitados de 30 ml se disolvió
NaOH (1 g, 25 mmol) en 5 ml de agua. Se agregó gota
a gota con agitación magnética una solución de AgNO 3 (2 g,
11.7 mmol) en 5 ml de agua y se continuó agitando por 5 min.
A la suspensión de Ag 2 O así obtenida se le agregó en pequeñas
porciones el ácido o-formilfeniloxiacético sólido (1 g, 5.5
mmol) en un tiempo de ~ 10 min y se siguió agitando a temperatura
ambiente por 30 min. Se filtró por celita, se lavó la
torta de plata con agua caliente (4 × 3 ml), se enfrió en un
baño de hielo y se aciduló con solución de H 2 SO 4 al 20 %. El
sólido blanco que precipitó se filtró, se lavó con agua fría y se
dejó secar al aire para dar 1 g (91 % de rendimiento) de 4b, pf
192-193º. El pf informado para este compuesto es de 190º y
también 191.5-192º [18].
Ácido o-carboxifeniltioacético 4c. Se preparó de ácido tiosalicílico
y ácido cloroacético según el procedimiento informado
[19]; pf 217-218º.

Expansión 5 → 6 de compuestos heterocíclicos por el método de Stork–De Selms 121
Ácido o-carboxifenilaminoacético (N-(o-carboxifenil)glicina)
4d. Se preparó de ácido antranílico y ácido cloroacético
según la referencia [20]. El producto crudo se usó como tal en
la siguiente reacción, a pesar de contener ~ 5 % de ácido
antranílico (detectado por cpf eluyendo con 5 ml de CHCl 3 -5
gotas de AcOH, 4 eluciones). El producto puro se puede obtener
cristalizando de MeOH, pf 218-220º.
Obtención de 5b-5d. Para el caso de 5b-5c se usó el método
de Cagniant y Kirsch [21]; para 5d se usó el método de Nenitzescu
[20].
Método de Cagniant y Kirsch: El ácido o-carboxifenilheteroacético
apropiado (4b-4c, 25 mmol, ~ 5 g) se disolvió en
Ac 2 O (25 ml) y AcOH (5 ml), se agregó AcONa recién fundido
(3-3.5 g, 36.3-42.6 mmol) y la suspensión se calentó a la
temperatura de reflujo por 8-10 h. Se dejó enfriar, se evaporaron
los volátiles (Ac 2 O-AcOH) con ayuda de la bomba de
vacío y un baño de agua caliente, se dejó enfriar y se agregó
hielo picado. Después de 2 h, se extrajo con AcOEt, se lavó
con solución saturada de NaHCO 3 (¡precaución!, se forma
espuma) y se trabajó de la forma usual. El residuo obtenido se
purificó como se indica para cada caso.
3-Acetoxibenzofurano 5b. Se purificó por destilación a presión
reducida, peb 150º/15 (informado [22]: peb 110º/0.1).
Rendimiento: 62 %. IR (película) ν max 1770, 1625, 1220-1250
cm –1 ; RMN 1 H (CDCl 3 , 90 MHz) δ 7.85 (s, 1H), 7.6-7.0 (m,
4H), 2.2 (s, 3H).
3-Acetoxibenzotiofeno 5c. Se purificó por destilación a presión
reducida, peb: 164º/15 (informado [19]: peb 165º/18).
Rendimiento: 78 %. IR (película) ν max 1775, 1615, 1200-1230
cm –1 ; RMN 1 H (CDCl 3 , 60 MHz) δ 7.35 (s, 1H), 7.7-7.1 (m,
4H), 2.2 (s, 3H).
3-Acetoxi-N-acetilindol 5d. Se siguió el método de Nenitzescu
sin modificaciones, pero las aguas madres de la cristalización se
cromatografiaron en columna de alúmina usando C 6 H 6 como
eluyente, pf 76-78º (informado [20]: pf 82º). Rendimiento: 75
%. IR (KBr) ν max 1740, 1690, 1395, 1360, 1340, 1320, 1230,
1210 cm –1 ; RMN 1 H (CDCl 3 , 90 MHz) δ 8.2 (m, 1H), 7.3-7.7
(señal compleja, 4H), 2.5 (s, 3H), 2.3 (s, 3H).
Método general para las reacciones de expansión. Bajo
atmósfera de nitrógeno, se calentó a la temperatura de reflujo
durante 10-12 h, una solución en C 6 H 6 del acetato de enol (1
eq) y el tribromometilfenilmercurio (1.2 eq). Se dejó enfriar y
el sólido café así formado (bromuro de fenilmercurio) se filtró,
se lavó con C 6 H 6 caliente y los filtrados combinados se
evaporaron a sequedad en el rotavapor. Los productos crudos
se purificaron por cromatografía en columna seguido de cristalización
de los disolventes adecuados.
Acetato de 2-bromo-1-naftilo 6. Para la reacción de expansión
se usaron 3.5 g (20.1 mmol) de 5a, 12.8 g (24.1 mmol) de
tribromometilfenilmercurio y 100 ml de C 6 H 6 . En este caso el
crudo de la reacción de expansión se acetiló en las condiciones
usuales de Ac 2 O y piridina antes de la purificación cromatográfica.
Rendimiento: 3.8 g (73 %), pf 86-87 ºC. IR
(KBr) ν max 1775, 1600, 1200 cm –1 ; RMN 1 H (CDCl 3 , 60
MHz) δ 7.9-7.3 (m, 6H), 2.4 (s, 3H).
3-Bromocromona 7b. Para la reacción de expansión se usaron
1.12 g (6.4 mmol) de 5b, 4.1 g (7.7 mmol) de tribromometilfenilmercurio
y 30 ml de C 6 H 6 . Rendimiento: 0.99 g (63 %), pf 92-
94º (informado [8] pf: 93º y 96-97º). IR (KBr) ν max 3050, 1650,
1600, 760 cm –1 ; RMN 1 H (CDCl 3 , 90 MHz) δ 8.0-7.2 (m, 5H).
3-Bromotiocromona 7c. Para la reacción de expansión se
usaron 1.56 g (8.5 mmol) de 5c, 5.4 g (10.2 mmol) de tribromometilfenilmercurio
y 40 ml de C 6 H 6 . Rendimiento: 1.25 g
(64 %), pf 140º (informado [9]: pf 142-143º ). IR (KBr) ν max
3040, 1635, 1590, 740-800 cm –1 ; RMN 1 H (CDCl 3 , 90 MHz)
δ 8.0-7.2 (m, 5H).
3-Bromo-4-quinolona 7d. Para la reacción de expansión se
usaron 2.17 g (10 mmol) de 5d, 6.4 g (12 mmol) de tribromometilfenilmercurio
y 50 ml de C 6 H 6 . Rendimiento: 1.23 g (55
%), pf 286-288º (informado [10]: pf 288-289º). IR (KBr) ν max
3450, 3030, 1620, 1595, 750 cm –1 ; RMN 1 H (CDCl 3 -DMSO,
90 MHz) δ 8.8 (señal ancha, NH, intercambia con D 2 O), 8.0-
7.2 (m, 5H).
Obtención de muestras auténticas. Se prepararon siguiendo
las indicaciones de la literatura.
Acetato de 2-bromo-1-naftilo 6: Por bromación de 1-
naftol [6], seguido de acetilación.
3-Bromocromona 7b: Por dibromación de la cromanona
seguido de dehidrobromación con piperidina [8].
3-Bromotiocromona 7c: Por dibromación de la tiocromanona
y deshidrobromación térmica [9].
3-Bromo-4-quinolona 7d: Por bromación de la 4-quinolona
[10].
3-Acetoxi-2-fenilbenzofurano 5e: Se usó un método similar
al empleado para preparar 5a pero sin aislar los intermediarios.
Una mezcla de ácido 2-clorofenilacético (3 g, 17.5
mmol), salicilaldehído (2 g, 16.3 mmol) y K 2 CO 3 anhidro (4.8
g, 34.7 mmol) en dioxano seco (100 ml) se calentaron a reflujo
durante 8 h. Se dejó enfriar, se diluyó con agua y se extrajo
con C 6 H 6 . La fase orgánica se lavó con solución saturada de
NaHCO 3 y se aciduló la fase acuosa con H 2 SO 4 al 20 %. Se
extrajo con Et 2 O, se trabajó de la forma usual y el residuo se
disolvió en acetona (20 ml) y se oxidó con exceso de reactivo
de Jones. Se dejó 2 h a temperatura ambiente, se agregó isopropanol
hasta desaparición del color del oxidante, se diluyó
con agua y se extrajo con Et 2 O. Después del trabajo usual, el
diácido crudo se calentó durante una noche a la temperatura
de reflujo con Ac 2 O (20 ml), AcOH (4 ml) y AcONa recién
fundido (4 g, 48.5 mmol). Se dejó enfriar, se evaporó el exceso
de Ac 2 O con ayuda de la bomba de vacío y un baño de
agua caliente, se diluyó con agua y se extrajo con Et 2 O. Después
del trabajo usual se obtuvo un material sólido que se cro-

122 Rev. Soc. Quím. Méx. Vol. 43, Núms. 3, 4 (1999) Marta E. Albores y Luis A. Maldonado
matografió en columna para dar 2.43 g de 2-fenilbenzofurano
y 1.2 g de 5e, pf. 86-87°C. La obtención del 2-fenilbenzofurano
se puede justificar por la presencia de ácido 2-(o-formilfeniloxi)-fenilacético
en el crudo de reacción durante la reacción
de ciclación debido a una oxidación incompleta con el reactivo
de Jones. IR (KBr) ν max 1760, 1200 cm –1 ; RMN 1 H
(CDCl 3 , 60 MHz) δ 7.9-7.1 (m, 10H), 2.3 (s, 3H).
Agradecimientos
Se agradece a la Q. Alejandrina Acosta por la determinación
de los espectros de RMN 1 H y a las Q. Graciela Chávez y
Marisela Gutiérrez por los espectros de IR.
Referencias y notas
1. Dirección actual: Instituto de Química de la Universidad Nacional
Autónoma de México, Circuito Exterior, Ciudad Universitaria.
Coyoacán, 04510 México D.F., México.
2. Parham, W.E.; Soeder, R.W.; Dodson, R.M. J. Am. Chem. Soc.
1962, 84, 1755-1756. Parham, W.E.; Soeder, R.W.; Throckmorton,
J.R.; Kuncl, K.; Dodson, R.M. ibid. 1965, 87, 321-328.
Birch, A.J.; Graves, J.M.H.; Stansfield, T. Proc. Chem. Soc.
1962, 282. Birch, A.J.; Graves, J.M.H.; Siddall, J.B. J. Chem.
Soc. 1963, 4234-4237.
3. Stork, G.; Nussim, M.; August, B. Tetrahedron, Supplement 8
(part 1), 1966, 105-112. De Selms, R.C. Tetrahedron Lett. 1966,
1965-1968. De Selms, R.C.; Lin, T.W. Tetrahedron 1967, 23,
1479-1488.
4. Pacaud, R.A.; Allen, C.F.H. Org. Synth., Coll. Vol. II 1954, 336-
338.
5. Seyferth, D.; Burlitch, J.M.; Minasz, R.J.; Mui, J.Y.-P.; Simmons
Jr., H.D.; Treiber, A.J.H.; Dowd, S.R. J. Am. Chem. Soc. 1965,
87, 4259-4270.
6. Pearson, D.W.; Wysong, R.D.; Breder, C.V. J. Org. Chem. 1967,
32, 2358-2360.
7. Nakanishi, K. Infrared absorption spectroscopy, Holden-Day Inc.
San Francisco, 2ª edición, 1964; pag 52.
8. Colonge, J.; Guyot, A. Bull. Soc. Chim. France 1958, 329-334. Nohara,
A.; Ukawa, K.; Sanno, Y. Tetrahedron Lett. 1973, 1999-2002.
9. Arndt, F.; Flemming, W.; Scholz, E.; Lowensohn, V.; Kallner,
G.; Eistert, B. Ber. 1925, 58, 1612-1632.
10. Riegel, B.; Lappin, G.R.; Adelson, B.H.; Jackson, R.I.; Albisetti
Jr., Ch.J.; Dodson, R.M.; Baker, R.H. J. Am. Chem. Soc. 1946,
68, 1264-1266. Riegel, B.; Lappin, G.R.; Albisetti Jr., Ch.J.;
Adelson, B.H.; Dodson, R.M.; Ginger, L.G.; Baker, R.H. ibid.
1946, 68, 1229-1232.
11. Parham, W.E.; Fritz, C.G.; Soeder, R.W.; Dodson, R.M. J. Org.
Chem. 1963, 28, 577-578.
12. Rees, C.W.; Smithen, C.E. J. Chem. Soc. 1964, 928-937; ibid.
1964, 938-945.
13. Knox, L.H.; Velarde, E.; Berger, S.; Cuadriello, D.; Leudes,
P.W.; Cross, A.D. J. Am. Chem. Soc. 1963, 85, 1851-1858.
14. Stille, J.K. Angew. Chem. Int. Ed. Engl. 1986, 25, 508-524.
15. Miyaura, N.; Suzuki, A. Chem. Rev. 1995, 95, 2457-2483.
16. Wolfson, J.S.; Hooper, D.C. (editores) Quinolone antimicrobial
agents; American Society for Microbiology; Washington D.C.,
1989; pag 6.
17. Burgstahler, A.W.; Worden, L.R. Org. Synth., Coll. Vol. V, 1973,
251-254.
18. Auwers, K.v.; Haymann, K. Ber. 1894, 27, 2795-2806. Robertson,
A. J. Chem. Soc. 1932, 1380-1388.
19. Hansch, C.; Lindwall, H.G. J. Org. Chem. 1945, 10, 381-385.
Auwers, K.v.; Thies, W. Ber. 1920, 53, 2285-2299.
20. Raileanu, D.; Constantinescu-Simon, O.; Mosanu, E.; Nenitzescu,
C.D. Rev. Roum. Chem. 1967, 12, 105-108.
21. Cagniant, P.; Kirsch, G. C.R. Acad. Sci., Ser. C 1976, 282, 993-
996.
22. Carvalho, Ch.F.; Sargent, M.V. J. Chem. Soc. Perkin Trans. 1
1984, 1605-1612.

Revista de la Sociedad Química de México, Vol. 43, Núms. 3, 4 (1999) 123-126
Investigación
Preparación de N-Metil-3-arilpirrolidinas mediante reacciones
de cicloadición dipolares [3+2]
Guillermo Negrón, 1 * Aydeé Fuentes, 2 Moisés Romero, 2 Gustavo Madrid, 3 Raymundo Cruz 3 *
1 Area de Química Aplicada, Universidad Autónoma Metropolitana-Azcapotzalco, Av. San Pablo 180,
C.P. 02200, México, D.F., México.
2 Facultad de Química, UAEM. Toluca, Edo. de México, México C.P. 050000, México.
3 Instituto de Química, Universidad Nacional Autónoma de México, Ciudad Universitaria, Coyoacán,
04510 México D.F., México.
En memoria de la Dra. Lydia Rodríguez-Hahn
Resumen. Las reacciones de cicloadición [3+2] entre iluros de azometino
generados por acción del LDA sobre el N-óxido de trimetilamina
y varios derivados de la α-asarona, permite la obtención de las
pirrolidinas correspondientes.
Abstract. The [3+2] cycloaddition reaction between azomethine
ylide generated by deprotonation of trimethylamine N-oxide with
LDA and various α-asarone derivatives to afford the corresponding
pyrrolidines is described.
Introducción
Las pirrolidinas son subunidades estructurales que se encuentran
formando parte de una gran variedad de substancias naturales
y sintéticas con actividad biológica [1]. Se sabe por
ejemplo que algunas 3-arilpirrolidinas presentan actividad
dopaminérgica [2]. Esta actividad se asemeja a la de la dopamina
(metabolito de L-dopa) que al llegar al cerebro se metaboliza
enzimáticamente vía la L-dopa descarboxilasa [3]. En
general, la levodopa se usa como un vasodilatador, ya que aumenta
el ritmo cardíaco al aumentar las contracciones cardíacas
y el volumen sistólico, pero también actúa principalmente
en los receptores adrenérgicos del sistema nervioso simpático.
Por esta razón se emplea en el tratamiento del síndrome de
Parkinson [4].
La racloprida es un compuesto pirrolidínico muy conocido
por su actividad antagonista del receptor dopamina D 2 .
En la literatura encuentra descrito su uso como una substancia
radiofarmacéutica en la técnica de tomografía de emisión
de positrón, conocida por sus siglas en inglés PTE [5,
6,7].
Los derivados de las pirrolidinas son compuestos atractivos
de síntesis por sus propiedades biológicas y han sido sintetizados
mediante (i) construcción del anillo pirrolidínico y
(ii) modificaciones del anillo nitrogenado. Dentro de los métodos
de síntesis [8,9] podemos mencionar: fotociclización de N-
cloroaminas, aminaciones reductivas de 1,4-dicetonas, ciclizaciones
catalizadas por metales y reacciones de cicloadición
dipolares-1,3.
El primer iluro de azometino Y no activado generado por
tratamiento del N-óxido de trimetilamina (1) con LDA capaz
de reaccionar con olefinas no activadas, formando pirrolidinas
(2), fue descrito en la bibliografía por Roussi y colaboradores
[10,11] en 1983 (Fig. 1).
Discusión y resultados
Continuando con nuestra actual línea de investigación, referente
a la preparación de compuestos nitrogenados con actividad
biológica potencial, decidimos abordar la síntesis de las
N-Metil-3-arilpirrolidinas utilizando como dienófilo al iluro de
azometino Y y como dipolarófilo a la α-asarona (3c) y algu-
+
N
O -
1
Figura 1.
LDA/THF
-78oC - 0 oC
N +
-OLI
I
N
Y
N
+
-
R 1 R 2
2
R 1 R 2

124 Rev. Soc. Quím. Méx. Vol. 43, Núms. 3, 4 (1999) Guillermo Negrón et al.
nos derivados comerciales análogos de 3c: éter metílico del
isoeugenol (3a) y (E)- 3,4-dimetoxi-1-isopropenilbenceno
(3b). La α-asarona (3c) es un producto natural aislado de una
planta nativa de la península de Yucatán, México llamada
Yumel Guatteria gaumeri y que resulta ser interesante desde
el punto de vista biológico, por su actividad hipocolesterolemiante
[12], no obstante sus efectos secundarios hepatotóxicos.
El dipolarófilo 2-(1-trans-propenil)-4,5-dimetoxi-N,Ndimetilanilina
(3d), se preparó mediante nitración directa de
(3b), seguida de una reducción y posterior alquilación [13].
Las reacciones de cicloadición se llevaron a cabo entre el N-
óxido de trimetilamina (1) recién sublimado, los alquenos
(3a)-(3d) y el diisopropilamiduro de litio (LDA), en tetrahidrofurano
anhidro a 0°C, observándose la formación de las
trans-pirrolidinas correspondientes (4a)-(4d), en rendimientos
moderados (Fig. 2), las cuales se evaluarán posteriormente en
actividad biológica.
N
R 1
R
+
1
N
O -
LDA/THF
R 2
R R 2 3 R 3
3a R 1 = H; R 2 = OCH 3 ; R3 = OH 4a R 1 = H; R 2 = OCH 3 ; R 3 = OH (45%)
3b R 1 = H; R 2 = R 3 = OCH 3 4b R 1 = H; R 2 = R 3 = OCH 3 (34%)
3c R 1 = R 2 = R 3 = OCH 3 4c R 1 = R 2 = R 3 = OCH 3 (67%)
3d R 1 = (CH 3 ) 2 N; R 2 = R 3 = OCH 3 4d R 1 = (CH 3 ) 2 N; R 2 = R 3 = OCH 3 (19%)
Figura 2.
Con el objeto de estudiar el comportamiento de los derivados
de la α asarona (3c), pero ahora como dipolos, se prepararon
los N-óxidos de 2-(1-trans-propenil)-4,5-dimetoxi-N,Ndimetilanilina
(5) y el N-óxido de su compuesto reducido, el
N,N-dimetil-(2-propil-4,5-dimetoxifenil)amina (6), los cuales
se hicieron reaccionar con difenilacetileno y trans estilbeno
respectivamente. En la primera reacción, se aisló como único
producto la amina desmetilada 2-(1-trans-propenil)-4,5-dimetoxi-N-metilanilina
(7). Este tipo de desmetilaciones se ha observado
anteriormente en reacciones de cicloadición de los N-
óxidos de azúcares [14]. En la segunda reacción se obtuvo
como producto mayoritario al producto de dimerización [15],
la piperazina (8) y trazas de la pirrolidina (9) (Fig. 3).
magnética nuclear de hidrógeno (RMN- 1 H) se realizaron en un
equipo Varian Gemini FT-200A a 200 MHz y Varian Unity a
300 MHz, usando tetrametilsilano (TMS) como referencia
interna. El desplazamiento químico (δ) está dado en ppm. El
disolvente empleado fue cloroformo deuterado (CDCl 3 ) a
excepción de los N-óxido y las pirrolidinas obtenidas, las cuales
fueron disueltas en metanol deuterado. Los espectros de resonancia
magnética nuclear de carbono-13 (RMN 13 C) fueron
determinados en un equipo Varian Unity 500 (125 MHz), utilizando
metanol deuterado, a menos que se indique otro disolvente
y usando TMS como referencia interna. Los espectros de
masas (EM) de baja resolución fueron realizados en un aparato
JEOL JMS-AX505HA por impacto electrónico a 70 eV.
1,4-Dimetil-3-(3-hidroxi-4-metoxifenil)pirrolidina (4a). En
un matraz de bola de 100 ml de una boca, provisto de agitación
magnética y un tapón de hule, se pesan rápidamente
0.375 g (5 mmol) de N-óxido de trimetilamina (1) e inmediatamente
el matraz es purgado con argón. El matraz se coloca
en un baño de hielo-sal y por medio de una cánula se adiciona
todo el LDA preparado (17.5 mmol en 45 ml de THF) y se
deja por unos segundos para después agregar 0.153 ml (1
mmol, 164 mg) de (3a). La mezcla se deja en agitación a 0°C
por 1 hr. Al término de este tiempo se agrega a la mezcla un
poco de agua destilada y se realizan extracciones con acetato
de etilo. La fase orgánica se seca con Na 2 SO 4 anhídro y se
evapora a sequedad bajo presión reducida a no más de 50°C.
El producto crudo de la reacción se purifica por cromatografía
en columna de sílica gel, con un sistema eluyente de hexano/acetato
de etilo en proporciones de 9:1, 8:2, 6:4 y 5:5. Se
obtienen 100 mg de pirrolidina (4a) pura como un líquido
aceitoso (45%). IR ν max (película): 3421, 2790, 2842, 2884
cm –1 . RMN 1 H (MeOH-d 3 ): δ 0.99 (d, 3H, J = 2.1 Hz,
CHCH 3 ), 1.89 (s, 1H, OH), 2.46 (s, 3H, NCH 3 ), 2.42-2.51 (m,
1H, CHCHCH 3 ), 2.70-2.90 (m, 2H, NCH 2 CH-CH 3 ), 3.01-3.10
(m, 2H, NCH 2 -CH-Ph) 3.33-3.42 (m, 1H, PhCHCH), 3.82 (s,
3H, CH 3 O), 6.60-6.66 (m, 2H, ArH), 6.85 (s, 1H, ArH). EM:
m/z (%): 221 [M + ] (75), 57 (100).
CH 3O
-
O
+
N
OCH 3
PhC
LDA
CPh
CH 3O
N
H
OCH 3
5 7
Parte experimental
Los puntos de fusión se determinaron en un aparato Fisher-
Johns y no están corregidos. Los espectros de infrarrojo (IR) se
determinaron en espectrofotómetros Perkin-Elmer 283-3,
Nicolet FT-SX y Nicolet 55-X, en solución de cloroformo, a
menos que se indique otra forma. Los espectros de resonancia
O
-
+
N
CH3O
OCH3
6
Figura 3.
H
C
Ph
LDA
Ph
C
H
CH3O
OCH3
OCH3
N
N
OCH3
8
+
Ph
CH3O
Ph
N
OCH3
9

Preparación de N-Metil-3-arilpirrolidinas mediante reacciones de cicloadición dipolares [3+2] 125
1,4-Dimetil-3-(3,4-dimetoxifenil)pirrolidina (4b). En un
matraz de bola de 100 ml de una boca, provisto de agitación
magnética y un tapón de hule, se pesan rápidamente 0.375 g
(5 mmol) de N-óxido de trimetilamina (1) e inmediatamente el
matraz es purgado con argón. El matraz se coloca en un baño
de hielo-sal y por medio de una cánula se adiciona todo el
LDA preparado (17.5 mmol en 45 ml de THF) y se deja por
unos segundos para después agregar 0.17 ml (1 mmol) de
(3b). La mezcla se deja en agitación a 0°C por 1 h. Al término
de este tiempo, se agrega a la mezcla un poco de agua destilada
y se realizan extracciones con acetato de etilo. La fase
orgánica se seca con Na 2 SO 4 anhídro y se evapora a sequedad
bajo presión reducida a no más de 50°C. El producto crudo de
la reacción se purificó por cromatografía en columna de sílica
gel, con un sistema eluyente de hexano/acetato de etilo en proporciones
de 9:1, 8:2, 6:4 y 5:5. Cabe señalar que la pirrolidina
obtenida es bastante lábil al calor y a la luz, por lo que la
columna se forra con papel aluminio. Se obtienen 80 mg de
(4b) como cristales blancos puros (34%). No se determinó p.f.
por la razón antes mencionada, además este producto es extremadamente
higroscópico. Por tal razón, la pirrolidina obtenida
se guarda en refrigeración, bajo atmósfera de argón. IR ν max
(película): 2774, 2835, 1422 cm –1 . RMN 1 H (MeOH-d 3 ): δ
1.03 (d, 3H, J = 3.2 Hz, CHCH 3 ), 2.29 (c, 1H, CHCHCH 3 ),
2.20-2.35 (m, 1H, CH 3 CHCH), 2.41-2.48 (m, 1H, CHCHPh),
2.76-2.89 (m, 2H, NCH 2 CHCH 3 ), 2.96-3.06 (m, 2H,
NCH 2 CH-Ph), 3.81 (s, 3H, CH 3 O), 3.79 (s, 3H, OCH 3 ), 6.78
(s, 1H, ArH), 6.80 (s, 1H, ArH), 6.81 (s, 1H, ArH). EM: m/z
(%): 235 [M + ] (38), 57 (100).
1,4-Dimetil-3-(2,4,5-trimetoxifenil)pirrolidina (4c). En un
matraz de bola de 100 ml de una boca, provisto de agitación
magnética y un tapón de hule, se pesan rápidamente 0.375 g
(5 mmol) de N-óxido de trimetilamina (1) e inmediatamente el
matraz es purgado con argón. El matraz se coloca en un baño
de hielo-sal y por medio de una cánula se adiciona todo el
LDA preparado (17.5 mmol en 45 ml de THF) y se deja por
unos segundos para agregar α-asarona 210 mg (1 mmol) de
(3c). La mezcla se deja en agitación a 0°C por 1 hr. Al término
de este tiempo se agrega a la mezcla un poco de agua destilada
y se realizan extracciones con acetato de etilo. La fase
orgánica se seca con Na 2 SO 4 anhídro y se evapora a sequedad
bajo presión reducida a no más de 50°C. El producto crudo de
la reacción se purifica por cromatografía en columna de sílica
gel, con un sistema eluyente de hexano/acetato de etilo en proporciones
de 9:1, 8:2, 6:4 y 5:5. Se obtienen 180 mg de la pirrolidina
pura (4c) (67%). IR ν max (película): 2833, 2781 cm –1 .
RMN 1 H (MeOH-d 3 ): δ 0.99 (d, 3H, J = 2.1 Hz, CHCH 3 ),
2.28-2.40 (m, 2H, NCH 2 CHCH 3 ), 2.36 (s, 3H, NCH 3 ), 2.64-
2.70 (m, 1H, CHCHCH 3 ), 2.84-2.96 (m, 2H, NCH 2 CH-CH 3 ),
3.18-3.29 (m, 1H, CHCH-Ph), 3.76 (s, 3H, OCH 3 ), 3.77 (s,
3H, CH 3 O), 3.80 (s, 3H, CH 3 O), 6.61 (s, 1H, ArH), 6.88 (s,
1H, ArH). EM: m/z (%): 265 [M + ] (60), 57 (100).
2-(1-trans-Propenil)-4,5-dimetoxi-N,N-dimetilanilina (3d).
En un matraz redondo de 100 mL se hace reaccionar una mezcla
de la 2-(1-trans-propenil)-4,5-dimetoxianilina (1.16 g, 6.07
mmol) y paraformaldehído (1.83 g , 61.0 mmol) en ácido acético
(37 mL) a 25°C. Bajo atmósfera de nitrógeno, se adicionó en
una porción cianoborohidruro de sodio (1.85 g, 29.85 mmol).
La mezcla se agita a 25°C por 18 h. Al término de este tiempo,
se agrega con cuidado hidróxido de sodio al 25% (en un baño
de hielo) hasta un pH = 11 y se hacen extracciones con acetato
de etilo (4 × 40 mL). La fase orgánica se seca con sulfato de
sodio anhidro y después de filtrarse se evapora a sequedad bajo
presión reducida. El residuo obtenido se purifica por cromatografía
en columna usando como eluyente una solución de
hexano-acetato de etilo (4:1), obteniéndose 0.776 g (59%) del
compuesto (3d) como un sólido blanco con un p.f. 23-24°C. IR
ν max 2830, 2783, 1941, 1507, 1454, 1101 cm –1 . RMN 1 H δ 1.92
(dd, J = 1.73 Hz, J = 6.6 Hz, 3H), 2.69 (s, 6H), 3.88 (s, 6H),
6.05 (cd, J = 6.6 Hz, J trans = 15.4 Hz, 1H), 6.64 (s, 1H, H-6),
6.75 (cd, J = 1.8 Hz, J trans = 15.4 Hz, 1H), 6.96 (s,1H, H-3).
EM: m/z (%) 221 [M + ] (93), 206 (100), 192 (30), 178 (18).
1,4-Dimetil-3-[2-(N,N-dimetilamino)-4,5-dimetoxifenil]pirrolidina
(4d). En un matraz redondo de 100 mL de una
boca, provisto de agitación magnética y tapón de hule, bajo
atmósfera inerte, se colocan 0.375 g. (5.0 mmoles) de N-
óxido de trimetilamina (1) disuelto en 20 mL de THF, se
enfria a 0°C en un baño de hielo-sal y por medio de una
cánula se gotea una solución de LDA, previamente preparada
(17.5 mmoles en 45 mL de THF anhidro), y se deja reaccionar
por 15 seg para adicionar enseguida, mediante una
jeringa, 0.221 g de (3d) disueltos en 3 mL de THF anhidro.
La mezcla se agita a 0°C por 18 h. Al término de este tiempo,
se agrega una solución concentrada de cloruro de amonio (20
mL), se separan las fases y la acuosa se extrae con acetato de
etilo (2 × 20 mL). La fase orgánica combinada se seca sobre
sulfato de sodio anhidro, se filtra y se evapora a presión
reducida. El residuo se purifica por cromatografía en columna
de sílica gel, usando un sistema de elución 1:1 de acetato de
etilo-metanol, obteniéndose 0.053 g (19%) de (4d) como un
aceite café-rojizo. IR ν max 2940, 2838, 2782, 1514, 1456
cm –1 . RMN 1 H δ 0.97 (d, J = 6.3 Hz, 3H), 2.30 (m, 1H, H-4),
2.38 (dd, 3 J= 8.4 Hz, 2 J = 9.3 Hz, 1H, H-2), 2.40 (s, 3H), 2.58
(s, 6H), 2.64 (dd, 3 J = 8.4 Hz y 2 J = 9.6 Hz, 1H, H-5’), 2.94
(dd, 2 J = 9.6 Hz y 3 J = 8.7 Hz, 1H, H-5) 2.98 (dd, 2 J = 9.3 Hz
y 3 J = 8.7 Hz, 1H, H-2’), 3.67 (c, 3 J = 8.7 Hz, 3 J = 8.4 Hz y
3J = 8.7 Hz, 1H, H-3), 3.79 (s, 3H), 3.80 (s, 3H), 6.81 (s, 1H),
6.93 (s, 1H). RMN 13 C δ: 18.0 (CH 3 -C-4), 42.9 (CH 3 -N),
43.9 (C-4), 46.20 (C-3), 46.69 (N(CH 3 ) 2 ), 56.6 (-OCH 3 ), 56.9
(-OCH 3 ), 65.2 (C-5), 65.3 (C-2), 106 (C-3’), 112 (C-6’),
132.6 (C-1’), 147.9 (C-5’), 148.2 (C-4’), 149 (C-2’). EM: m/z
(%): 278 [M + ] (100), 263 (8), 234 (50), 220 (55), 206 (50),
192 (40), 178 (10).
Agradecimientos
Los autores agradecen al Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología,
Conacyt (Proyecto No 1348-E9206), a la ANUIES

126 Rev. Soc. Quím. Méx. Vol. 43, Núms. 3, 4 (1999) Guillermo Negrón et al.
(Convenio No 60105) por su apoyo financiero, y a los señores
F. J. Pérez, L. Velasco y R. Gaviño por su asistencia técnica.
Bibliografía
1. O’Hagan, D. Nat. Prod. Rep. 1997, 14, 637-651.
2. Crider, A.M.; Andersen, P.H.; Cruse, S.F.; Ghosh, D.; Harpalani,
A. Eur. J. Med. 1992, 27, 407-411.
3. Goodman, L.S.; Gilman, A. Bases Farmacológicas de la Terapéutica,
Edit. UTEHA: México, 1957, 1, 7-8.
4. a) Gordon, E.; Johnson, P., Manual de Terapéutica Farmacológica,
Edit. Interamericana S.A. de C.V., México, D.F., 1987, 162-
165. b) Zhang, F.; Dryhurst, G. J. Med. Chem. 1994, 37, 1084-
1098. c) Hornykiewicz, O.; Kish, S.J. Biochemical Pathophysiology
of Parkinson’s Disease Adv. Neurol. 1986, 45, 19-34. d)
Hornykiewicz, O. Aging and Neurotoxins as Causative Factors
in Idiopathic Parkinson’s Disease-A Critical Analysis of Neurochemical
Evidence. Prog. Neuropsichopharmacol. Biol. Psychiatry.
1989, 52, 319-238.
5. Bank, W.R.; Moerlein, S.M.; Parkinson, D.; Welch, M. Med.
Chem. Res. 1995, 5, 150-173.
6. Mukherjee, J.; Yang, Z.; Brown, T.; Jiang, M.; Cooper, M. Med.
Chem. Res. 1995, 5, 174-192.
7. Halldin, C. J. Med. Chem. Res. 1994, 5, 127-149.
8. Katritzky, A.R.; Cui, X.L.;Yang, B.; Steel, P.J. J. Org. Chem.
1999, 64, 1979-1985 y referencias incluidas.
9. Kanazawa, A.; Gillet, S.; Delair, P.; Greene, A.E. J. Org. Chem.
1998, 63, 4660-4663 y referencias incluidas.
10. Beugelmans, R.; Negrón, G.; Roussi, G. J. Chem. Soc. Chem.
Commun. 1983, 31-32.
11. Beugelmans, R.; Benadjila-Iguertsira, L.; Chastanet, J.; Negrón,
G.; Roussi, G. Can. J. Chem. 1985, 63, 725-734.
12. Díaz, F.; Muñoz, H.; Labarrios, F.; Chamorro, G.; Salazar, M.;
Morelos, M.E.; Tamariz, J. Med. Chem. Res. 1993, 3, 101-109.
13. Fuentes, M.A. Tesis de Maestría, Universidad Autónoma del
Estado de Morelos, 1998.
14. Chastanet, J.; Fathallah, H.; Negrón, G.; Roussi, G. Heterocycles
1992, 34, 1565-1572.
15. Madrid, G. Tesis de Licenciatura, Universidad Autónoma del
Estado de México, 1995.

Revista de la Sociedad Química de México, Vol. 43, Núms. 3, 4 (1999) 127-132
Investigación
Lewis Acid Catalyzed Transformations of Z-Ligustilide
María Yolanda Rios 1 and Guillermo Delgado 2 *
1 Centro de Investigaciones Químicas de la Universidad Autónoma del Estado de Morelos. Avenida Universidad 1001.
Cuernavaca, Morelos, México.
2 Instituto de Química de la Universidad Nacional Autónoma de México. Circuito Exterior, Ciudad Universitaria.
Coyoacán, 04510 México, D. F. Teléfono: (52)-56-22-44-46; Fax: (52)-56-16-22-17; E-mail: delgado@servidor.unam.mx
This paper is dedicated to the memory of Dr. Lydia Rodríguez-Hahn
Resumen. Se investigaron algunas reacciones de Z-ligustílida (1), un
constituyente bioactivo de la planta medicinal Ligusticum porteri,
catalizadas por ácidos de Lewis. Estas reacciones produjeron mezclas
variables de Z-butilidenftálida (7), E-butilidenftálida (8), n-butilftálida
(13), y ftálidos diméricos lineales novedosos (9-12) como productos
principales. La formación de los dímeros procedió en rendimientos
bajos y con regio- y situ- selectividad. La O- y C- complejación
competitiva inicial del ácido de Lewis con Z-ligustílida promueve la
formación de cationes en C(8), C(6) y C(7), los cuales son estabilizados
por la adición de la olefina C(6’)-C(7’) de una segunda unidad de
la materia prima para generar los cationes en C(6’)-C(7’). Isomerizaciones
subsecuentes y la eliminación del catalizador conducen a los
productos diméricos 9-12. Los rendimientos y estructuras de los productos
son dependientes de las variaciones de las condiciones de
reacción y del catalizador empleado.
Palabras clave. ftálidas, Z-ligustílida, Ligusticum porteri, ácidos de
Lewis, dimerizaciones, catálisis ácida, ftálidos diméricos lineales,
reacciones carbocatiónicas.
Abstract. Some Lewis acid mediated reactions of Z-ligustilide (1), a
bioactive constituent of the medicinal species Ligusticum porteri,
were investigated. These reactions provided varying mixtures of Z-
butylidenephthalide (7), E-butylidenephthalide (8), n-butylphthalide
(13), and novel linear dimeric phthalides (9-12) as the main products.
The formation of the dimers occurred in low yields and with regioand
situ- selectivity. Initial competitive O- and C- complexation of
the Lewis acid with Z-ligustilide promoted the formation of carbocations
at C(8), C(6) and C(7), which were stabilized by the addition of
the C(6’)-C(7’) olefin of a second unit of the starting material, to provide
cations at C(6’) and C(7’). Subsequent isomerizations and elimination
of the catalyst afforded the dimeric products 9-12. The yields
and structure of the products are quite dependent on variations of the
reaction conditions and the catalyst employed.
Key words. phthalides, Z-ligustilide, Ligusticum porteri, Lewis
acids, dimerizations, acid catalysis, linear dimeric phthalides, carbocationic
reactions.
Introduction
Phthalides are a relatively small group of acetogenins
that have been isolated mainly from
umbelliferous plants [1] used in traditional
medicine in different parts of the world [2],
and the variety of pharmacological properties
associated with them [3,4] have stimulated
interest for the synthesis of phthalide analogs
[5]. Z-ligustilide (1) may be considered as the
biogenetic precursor of a series of natural
racemic dimeric compounds derived from [π4s
+ π2s] and [π2s + π2s] cycloadditions, and
recent work has led to the synthesis of diligustilide
(2) [6,7] and tokynolide B (3) [6]
from 1. It is interesting to note that the relatively
unexpected chemical reactivity of the
dimeric phthalides reflects their particular
molecular architecture [7,8]. For instance, base
8 n-Pr
4
3
O
1
7 O
1
n-Pr
O
HO
H
COOCH 3
O
n-Pr
4
Figure 1.
n-Pr
O
O
O
O
n-Pr
2
n-Pr
O
HO
H
COOCH 3
O H
n-Pr
5
n-Pr
O
O
n-Pr
O
6
H
3
HO
O
O
O
n-Bu
COOCH 3
n-Pr

128 Rev. Soc. Quím. Méx. Vol. 43, Núms. 3, 4 (1999) María Yolanda Rios and Guillermo Delgado
treatment of 2 afforded the pentacyclic compounds 4-6 via intramolecular
condensations and competitive equilibrations
[9]. Although some Diels-Alder reactions may be promoted
by Lewis acid (LA) catalysis [10], attempts to catalyze the
relay synthesis of 2 using 1 as diene and dienophile were
unsuccessful, as previously informed [7]. Instead, the Lewis
acid catalyzed reaction of 1 afforded complex reaction mixtures,
and some polymeric material. Here we report the structures
of the reaction products and the proposed mechanisms
for their formation.
Figure 2.
n-Pr
7 O
O 8
O
n-Pr
O
Results and Discussion
Treatment of 1 with LiClO 4 in THF did not transform the starting
material at room temperature, even at long reaction periods.
When the reaction mixture was refluxed for several hours,
Z-butylidenephthalide 7 [11] was obtained as the main product.
Similar result was obtained with Et 2 AlCl in CH 2 Cl 2 , which
afforded a mixture of 1, 7 and E-butylidenphthalide (8) [12].
Treatment of 1 with Et 2 OBF 3 in CH 2 Cl 2 gave a mixture
of 7 and the dimers 9-12. The major dimer, 9, analyzed for
C 24 H 26 O 4 and exhibited UV absorptions at λ max 271, 256 and
209 nm, indicative of an α,β,γ,δ- unsaturated carbonyl group
and a benzenoid ring. The IR absorption at 1771 cm –1 was
consistent with the presence of an unsaturated γ-lactone, and
the signals at δ C 168.61 and δ C 166.64 confirmed the presence
of two γ-lactones. Compound 9 showed in its 1 H NMR spectra
signals of an ABCD system corresponding for an o-disubstituted
benzenoid ring at δ H 7.92-7.50, and the presence of only
one triplet at δ H 5.21, assigned to H(8’), indicated the C(8)
n-Pr
1'
6'
7'
n-Pr
8
O
O
+ LA
(Lewis acid)
H
O
6'
O
O
n-Pr
- H
H
H
O
O
O
n-Pr
O
O
LA
O
LA
O
LA
1
A
B
- H+, + H+
4
10
8
3
O
7'
O
3'
O
1'
n-Pr
- [2H]
O
O
O
- LA, + H+
n-Pr
H
O
O
O
n-Pr
7
O
O
O
LA
9
D
C
Figure 3.
LA
7
O
O
6
+ LA
(Lewis acid)
O
O
LA
6
O
O
1'
n-Pr
O
O
LA
6'
H
6
7'
O
O
n-Pr
n-Pr
1
n-Pr
A
n-Pr
B
- H+
O
O
6
7'
O
O
n-Pr
- LA, +H +
- [2H]
O
O
LA
H+
O
O
n-Pr
- H+, + H+
O
O
LA
H+
6
H
O
O
n-Pr
Figure 4.
n-Pr
10
n-Pr
D
n-Pr
C

Lewis Acid Catalyzed Transformations of Z-Ligustilide 129
n-Pr
O
O
7
+ LA
(Lewis acid)
n-Pr
O
O
n-Pr
O
n-Pr
O
O
7'
O
n-Pr
6
LA
7
LA
O
1'
H
LA
O
1 A
B
- H+
n-Pr
O
O
O
n-Pr
- LA, +H+
n-Pr
O
O
H+
O
n-Pr
- H+, + H+
n-Pr
O
O
H
O
n-Pr
O
LA
O
LA
H+
O
Figura 5.
11
D
C
n-Pr
O
O
1
LA
6
+ LA
(Lewis acid)
n-Pr
O
O
LA
A
7'
n-Pr
O
O
1'
n-Pr
O
O
LA
H
B
O
O
n-Pr
- H+
n-Pr
n-Pr
n-Pr
O
O
6 6'
O
O
- LA, +H+
O
O
LA
H+
O
O
- H+, + H+
O
O
LA
H
H+
O
O
Figura 6.
n-Pr
12
n-Pr
D
n-Pr
C
connectivity with the second monomeric unit. The broad singlet
at δ H 3.99 was assigned for H-7’, due to its low chemical
shift, and this established the C(8)-C(7’) connectivity in 9; the
amplitude of this signal (W 1/2 = 16 Hz) indicated its pseudo–
axial orientation. In the NOESY experiment, the signal of
H(4) showed crosspeaks with the signals for H(9) and H(10);
hence, the olefin at C(3)-C(8) is Z, and the dimer can be trivially
named 4,5-dehydro-6’,7’-dihydro-Z,Z’-8.7’-diligustilide
(9) [13]. The structure was confirmed by COSY, HMBC and
HMQC experiments. The formation of 9 can be explained by
the reaction sequence shown in Fig. 3 [14]. Complexation of
the Lewis acid with the carbonyl group of 1 promotes the
regiodifferentiated nucleophilic addition of the C(6’)-C(7’)
double bond of a second unit of Z-ligustilide (1’) to C(8), to
afford a cation at C(6’) (intermediate A in Fig. 3). Isomerizations
via a series of proton shifts (A fi B fi C fi D), followed
by dehydrogenation, provided 9.
Compound 10, C 24 H 26 O 4 , is isomeric with 9. The UV and
IR data also indicated an α,β,γ,δ- unsaturated carbonyl group
and a benzenoid ring, and the presence of an ABC system for
an 1,2,4-trisubstituted benzene ring in the 1 H NMR spectrum
(δ 7.56, H-7; δ 7.55, H-4; δ 7.54, H-5) was indicative for a
C(6) substitution of a Z-butylidenephthalide unit. The resonance
at δ 3.95 was assigned to H(7’) of a Z-ligustilide fragment;
therefore, there was connectivity between C(6) and
C(7’). Compound 10 could be formed as is shown in Fig. 4.
Complexation of the Lewis acid to the C(6)-C(7) double bond
of Z-ligustilide produces a cation at C(6) (intermediate A, Fig.
4). This promotes the addition of the C(6’)-C(7’) olefin of the
second monomeric unit, to form a cation at C(6’) (intermediate
B). The cation is stabilized by hydrogen elimination (intermediate
C), and the isomerization indicated (C fi D), followed
by aromatization, affords 4,5-dehydro-6’,7’-dihydro-
Z,Z’-6.7’-diligustilide (10).
Compound 11 was isolated as colorless oil. The molecular
formula was established as C 24 H 28 O 4 by EIMS and spectroscopic
analysis. The prominent carbonyl absorptions at
1773 and 1732 cm –1 indicated the presence of the unsaturated
γ-lactones, which were confirmed from the 1 H NMR spectrum,
showing diagnostic signals for the Z-ligustilide units.

130 Rev. Soc. Quím. Méx. Vol. 43, Núms. 3, 4 (1999) María Yolanda Rios and Guillermo Delgado
The signal for the vinylic proton at δ H 5.42 (H(6)) vicinal to a
methylene, indicated a trisubstituted doble bond, and therefore,
a substituent at C(7). The broad signal at δ H 3.26 was
assigned to H(6’), since it was shifted upfield with respect to
the allylic methines in 9 (∆δ 0.73) and 10 (∆δ 0.69), establishing
the C(7)-C(6’) connectivity. The formation of 11 can be
rationalized as arising from complexation of the Lewis acid
with the C(6)-C(7) olefin of Z-ligustilide, to form, in this case,
a cation at C(7) (intermediate A, Fig. 5). Addition of the
C(6’)-C(7’) olefin of another Z-ligustilide unit (1’) affords a
cation, now at C(7’) (intermediate B), which is stabilized by
the sequence B fi C fi D as shown in Fig. 5, to form 6’,7’-
dihydro-7.6’-Z,Z’-diligustilide (11).
Compound 12 had a molecular formula C 24 H 28 O 4 , determined
by EIMS and spectroscopic analysis, and it is also a
dimer of Z-ligustilide. Its 1 H NMR spectrum presented signals
at δ H 5.85 (s), δ H 5.23 (t) and δ H 5.21 (t) for the vinylic hydrogens;
the last two signals corresponded to the hydrogens at
C(8) and C(8’). The site of connectivity was established by
the chemical shift and multiplicity of the signal at δ H 5.85,
which was assigned to H(7). This signal is shifted downfield
with respect to that of H(6) of 11 (∆δ: 5.42-5.85 = -0.43), due
to the deshielding of the carbonyl group, and therefore, there
is substitution at C(6) in one Z-ligustilide fragment. The broad
signal at δ H 3.30 was assigned to H(6’) of the second unit and
corresponded to an allylic methine with two flanking methylene
groups, thus establishing the C(6)-C(6’) connectivity for
12. The sequence described in Fig. 6 explains the formation of
12. Cation formation at C(6) (intermediate A, Fig. 6), promoted
by the Lewis acid, followed by the addition of the C(6’)-
C(7’) of a second Z-ligustilide unit affords a C(7’) cation
(intermediate B), which is stabilized by loss of a proton (intermediate
C). Subsequent equilibrations gives 6’,7’-dihydro-
Z,Z’-6.6’-diligustilide (12).
Treatment of Z-ligustilide (1) with tin tetrachloride in
dichloromethane afforded Z-butylidenephthalide (7) as the
major product, E-butylidenephthalide (8), n-butylphthalide
(13) [12], and the dimers 9 and 10.
It is interesting to point out the different complexation
sites of the Lewis acids with Z-ligustilide (O- vs. C- complexation,
see Fig. 8), to form different cations (C(8), C(6) and
C(7)), which are stabilized by the addition of the C(6’)-C(7’)
olefin to the cation, following the reaction paths shown in Fig.
8. The structures and yields of the products indicate: (a) the
tendency of 1 to form aromatic products, (b) the low reactivity
Figure 7.
of 1 toward Lewis acid catalyzed reactions, (c) the slight preference
for O-complexation (vs. C- complexation), and (d) the
low nucleophilicity and regioselection displayed by the C(6’)-
C(7’) double bond (to stabilize the cation at 1). As previously
noted [15], the course of these reactions is sensibly dependent
on the catalysts, polarity of the solvents, and reaction conditions.
Although the yields were not optimized, these acid catalyzed
reactions could be considered for the preparation of
some linear dimeric phthalides.
The accumulated results regarding the chemical reactivity
of Z-ligustilide (1) [6,7] have demonstrated the practical
difficulties to obtain natural (or semisynthetic) dimers efficiently
by direct chemosynthesis [16]. Although some products
derived from exposure of 1 to sunlight have been identified
as previously reported natural dimers [17], the yields and
variability of the dimeric phthalides in the natural sources
clearly indicate that they are formed by biosynthetic pathways.
Experimental
13
n-Bu
For information on instruments and adsorbents, see reference
[7]. Z-Ligustilide (1) was isolated from the organic extracts of
the roots of Ligusticum porteri by succesive column chromatographies,
as described previously [8]. The samples of 1
used for the reactions contained ca. 5% of 7. All reactions
were carried out under an atmosphere of nitrogen.
Treatment of Z-ligustilide (1) with LiClO 4 . Three solutions
of 1 (45.7 mg, 0.24 mmol; 72.7 mg, 0.38 mmol; 65.3 mg, 0.34
mmol) in dry THF (10 mL) were deoxygenated for 15 min
(N 2 ) and stirred with LiClO 4 (12.8 mg, 0.12 mmol; 20.4 mg,
0.19 mmol; 18.3 mg, 0.17 mmol, respectively) at three temperatures
(0°C, room temperature and reflux, respectively) for
48 h. The mixtures were filtered through Celite, diluted with
water and extracted with chloroform. The extracts were
O
O
Cation at
Bond formed
(Second)
cation at
Product
(yield %)
8
n-Pr (a) O-complexation
C(8)
C(8)-C(7')
C(6')
9 (20.0)
Figura 8.
(b)
LA
6
7
O
O
(a)
LA
LA
at C(7)
C(6)
(b) C-complexation
at C(6)
C(7)
C(6)-C(7')
C(6)-C(6')
C(7)-C(6')
C(6')
C(7')
C(7')
10 (1.4)
11 (1.2)
12 (16.0)

Lewis Acid Catalyzed Transformations of Z-Ligustilide 131
washed, dried, evaporated to dryness and chromatographed
(PTLC, n-hexane-EtOAc, 20:1), to provide a mixtures of 1
and Z-butylidenephthalide 7 [12]. The best transformation of
the starting material was from the reaction under reflux. 1:
64%; 7: 25%.
Treatment of Z-ligustilide (1) with Et 2 AlCl. A solution of
Et 2 AlCl (Aldrich, in CH 2 Cl 2 , 1.0 mL, 2.79 mmol) was added
dropwise to Z-ligustilide (1, 1.06 g 5.58 mmol). The mixture
was stirred at room temperature for 7 days, but the starting
material remained practically unchanged (TLC analysis). An
additional amount of Et 2 AlCl in CH 2 Cl 2 (1 mL, 2.79 mmol)
was added and the mixture was refluxed for 6 h. The residue
was filtered through Celite, diluted with CH 2 Cl 2 , washed with
brine, dried, and concentrated. Purification of the residue by
column chromatography (n-hexane-EtOAc, 20:1) provided 1
(60%), 7 (22%) and 8 [12] (9%).
Treatment of Z-ligustilide (1) with BF 3 OEt 2 . To a stirred
solution of 1 (322 mg, 0.21 mmol) in dry CH 2 Cl 2 (10 mL)
under nitrogen, was added dropwise BF 3 OEt 2 (1.5 mL, 12.9
mmol). The mixture was refluxed for 24 h, and after this time,
TLC analysis indicated only a partial trasformation of the
starting material. Therefore, the mixture was stirred at room
temperature for 7 days. The reaction mixture was directly
adsorbed over silica gel (70-230 mesh) and chromatographed
in a column packed whith 60 g of the same silica-gel (elution
system: n-hexane and n-hexane-EtOAc gradient). PLC of
selected fractions allowed to obtain Z-butylidenephthalide (7,
133 mg, 41.7%), 4,5-dehydro-6’,7’-dihydro-Z,Z’-8.7’-diligustilide
(9, 66 mg, 20%), 4,5-dehydro-6’,7’-dihydro-Z,Z’-
6.7’-diligustilide. (10, 4.5 mg, 1.4%), 6’,7’-dihydro-Z,Z’-7.6’-
diligustilide (11, 4 mg, 1.2%) and 6’,7’-dihydro-Z,Z’-6.6’-diligustilide
(12, 51.4 mg, 16%). When the reaction mixture was
refluxed for 72 h, the same mixture of products was obtained.
4,5-dehydro-6’,7’-dihydro-Z,Z’-8.7’-diligustilide (9).
Colorless oil. UV (MeOH) λ max (ε): 271 (7247), 257 (6022),
210 (13034) nm; IR (film) ν max : 3022, 2961, 2935, 2873,
1771, 1677, 1610, 1473, 1458, 1266, 1090, 1018 y 768 cm –1 .
1H NMR (500 MHz, CDCl 3 , assignments by COSY, HMBC
and NOESY): δ 7.92 (1H, dt, J = 8.0, 0.5 Hz, H-7), 7.70 (1H,
ddd, J = 8.0, 7.0, 1.0 Hz, H-5), 7.66 (1H, d, J = 8.0, Hz, H-4),
7.50 (1H, ddd, J = 8.0 ,7.0, 1.0 Hz, H-6), 5.21 (1H, t, J = 7.5
Hz, H-8’), 3.99 (1H, br s, W 1/2 = 16 Hz, H-7’ pseudo-axial),
2.53 (1H, m, H-9a), 2.51 (2H, m, H-4’), 2.37 (2H, q, J = 7.5
Hz, H-9’), 2.28 (1H, m, H-9b), 2.07 (2H, m, H-5’), 1.76 (2H,
m, H-6’), 1.64 (2H, m, H-10), 1.51 (2H, q, J = 7.5 Hz, H-10’),
1.05 (3H, t, J = 7.5 Hz, H-11), 0.97 (3H, t, J = 7.5 Hz, H-11’);
13C NMR (75 MHz, CDCl 3 , assignments by APT and
HMBC): δ 168.61 (s, C-1’), 166.64 (s, C-1), 152.60 (s, C-3’a),
148.77 (s, C-3’), 143.21 (s, C-3), 138.32 (s, C-3a), 134.33 (d,
C-5), 128.78 (d, C-6), 127.16 (s, C-7’a), 127.16 (s, C-7a),
127.16 (s, C-8), 125.55 (d, C-7), 122.96 (d, C-4), 111.38 (d,
C-8’), 36.19 (d, C-7’), 31.75 (t, C-9), 28.50 (t, C-6’), 27.88 (t,
C-9’), 22.53 (t, C-10), 22.36 (t, C-10’), 21.40 (t, C-5’), 21.17
(t, C-4’), 14.47 (q, C-11) 13.73 (q, C-11’); EIMS m/z (rel.
int.): 378 [M + ] (23), 349 [M + -C 2 H 5 ] (11), 335 [M + -C 3 H 7 ]
(24), 319 (16), 192 (100), 190 (96), 187 (64), 186 (53), 149
(25), 148 (20), 105 (17), 91 (9), 77 (13), 59 (19), 55 (23).
4,5-Dehydro-6’,7’-dihydro-Z,Z’-8.7’-diligustilide (10).
Colorless oil. UV (MeOH) λ (ε): 269 (18818), 207 (5139) nm;
IR (CHCl 3 ) ν max : 2965, 2936, 2876, 1773, 1732, 1464, 1267,
1091, 1024 cm –1 ; 1 H NMR (200 Mz, CDCl 3 ): δ 7.68-7.49
(3H, m, H-4, H-5 and H-7), 5.60 (3H, t, J = 7.9 Hz, H-8), 5.30
(3H, t, J = 7.9 Hz, H-8’), 3.95 (1H, br s, W 1/2 = 12 Hz, H-7’
pseudo-axial), 2.53 (2H, m, H-4’), 2.44 (2H, dd, 15.0, 7.4 Hz,
H-9), 2.40 (2H, dd, J=15.2, 7.5 Hz, H-9’), 1.77 (2H, m, H-6’),
1.60 (2H, m, H-5’), 1.54 (4H, q, J = 7.5 Hz, H-10 and H-10’),
0.99 (3H, t, J = 7.2 Hz, H-11’), 0.98 (3H, t, J = 7.2 Hz, H-11);
EIMS m/z (rel. int.): 378 [M + ] (36), 349 [M + -C 2 H 5 ] (94), 338
(62), 309 (100), 296 (46), 254 (50), 192 (32), 190 (25), 187
(47), 186 (17), 149 (37), 104 (18), 97 (17), 83 (21), 71 (30),
57 (34) 55 (35), 43 (42).
6’,7’-Dihydro-Z,Z’-7.6’-diligustilide (11). Colorless oil. UV
(MeOH) λ (ε): 268 (2442), 207 (665) nm; IR (CHCl 3 ) ν max :
2963, 2932, 2874, 1773, 1732, 1456, 1094, 1024 cm –1 ; 1 H
NMR (200 MHz, CDCl 3 , assignments by COSY): δ 5.42 (1H,
m, W 1/2 = 8 Hz, H-6), 5.21 (1H, t, J = 7.9 Hz, H-8’), 5.13 (1H,
t, J = 7.9 Hz, H-8), 3.26 (1H, m, W 1/2 = 13 Hz, H-6’ pseudoaxial),
3.08 (2H, m, H-4), 2.97 (2H, d, J = H-5), 2.36 (2H, dd,
J = 7.7, 7.5 Hz, H-9, H-9’), 2.35 (4H, dd, J = 7.7, 7.5 Hz, H-
4’, H-7’), 1.77 (2H, m, H-5’), 1.50 (4H, m, H-10, H-10’), 0.96
(3H, t, J = 7.4 Hz, H-11’), 0.94 (3H, t, J = 7.4 Hz, H-11);
EIMS m/z (rel. int.): 380 [M + ] (44), 378 [M + -H 2 ] (29), 349
[M + -H 2 - C 2 H 5 ] (59), 336 (16), 319 (8), 294 [M + -H 2 -
C 4 H 6 CO] (9), 256 (14), 192 (100), 190 (46), 189 (54), 187
(27), 186 (24), 161 (21), 149 (33), 129 (20), 104 (14), 97 (25),
83 (31), 73 (27), 71 (31), 57 (49), 55 (48), 43 (44).
6’,7’-Dihydro-Z,Z’-6.6’-diligustilide (12). Colorless oil. UV
(MeOH) λ nm (ε): 269 (7419), 256 (6935), 207 (17733); IR
(CHCl 3 ) ν max : 2963, 2934, 2874, 1771, 1734, 1464, 1267,
1092, 1036 cm –1 ; 1 H NMR (300 Mz, CDCl 3 ): δ 5.85 (1H, s,
H-7), 5.23 (1H, t, J = 7.5 Hz, H-8), 5.21 (1H, t, J = 7.5 Hz, H-
8’), 3.30 (1H, brs, W 1/2 = 14.0 Hz, H-6’ pseudo-axial), 2.65
(2H, m, H-4), 2.51 (2H, m, H-5), 2.36 (6H, m, H-4’, H-9’ and
H-9), 1.77 (4H, m, H-5’ and H-7’), 1.51 (2H, q, J = 7.5 Hz, H-
10), 1.49 (2H, q, J = 4.5 Hz, H-10’), 0.97 (3H, t, J = 7.5 Hz,
H-11), 0.95 (3H, t, J = 7.5 Hz, H-11’); 13 C NMR (75 MHz,
CDCl 3 ): 168.86 (s, C-1’), 167.74 (s, C-1), 153.07 (s, C-6),
148.64 (s, C-3), 148.38 (s, C-3’), 145.86 (s, C-3a), 143.37 (s,
C-3’a), 126.45 (s, C-7a), 124.68 (s, C-7’a), 113.60 (d, C-7),
112.83 (d, C-8), 111.95 (d, C-8’), 37.76 (d, C-6’), 28.10 (d, C-
9), 27.88 (d, C-9’), 26.98 (d, C-7’), 26.41 (d, C-5), 22.40 (d,
C-10), 22.35 (d, C-10’), 21.07 (d, C-4’), 19.49 (d, C-4), 17.94
(d, C-5’), 13.83 (q, C-11), 13.74 (q, C-11’). EIMS m/z (rel.
int.): 380 [M + ] (22), 378 [M + -H 2 ] (18), 349 [M + -C 2 H 5 ] (24),
335 [M + -C 3 H 7 ] (17), 192 (100), 190 (62), 187 (43), 186 (35),
149 (27), 105 (15), 91 (8), 77 (9), 55 (17).

132 Rev. Soc. Quím. Méx. Vol. 43, Núms. 3, 4 (1999) María Yolanda Rios and Guillermo Delgado
Treatment of Z-ligustilide (1) with SnCl 4 . A solution of
SnCl 4 in CH 2 Cl 2 (Aldrich, 1M, 0.6 mL, 3.4 mmol) was added
dropwise to Z-ligustilide (1, 1.02 g, 5.37 mmol) with stirring
at room temperature. After 7 days at room temperature, an
additional amount of 0.5 mL of SnCl 4 /CH 2 Cl 2 (2.8 mmol) was
added and the mixture was then refluxed for 8 h. The mixture
was filtered through Celite, washed with NH 4 Cl, diluted with
chloroform, washed with brine, dried, and concentrated.
Chromatography of the residue and elution with n-hexane-
EtOAc gradient allowed to isolate 7 (35%), 9 (12%), 12 (7%),
E-butylidenephthalide (8, 12%) [12] and n-butyl-phthalide
(13, 10%) [12]. 8 is a colorless oil: 1 H NMR (300 Mz,
CDCl 3 ): δ 7.94 (1H, dd, J = 7.8, 0.9 Hz, H-7), 7.72 (2H, dd, J
= 8.1, 1.2 Hz, H-4 and H-5), 7.55 (1H, m, H-6), 5.88 (1H, t, J
= 7.8 Hz, H-8), 2.55 (2H, dd, J = 15.3, 7.8 Hz, H-9), 1.65 (2H,
q, J = 7.2 Hz, H-10), 1.04 (3H, t, J = 7.2 Hz, H-11). 13 is a
colorless oil: 1 H NMR (300 Mz, CDCl 3 ): 7.90 (1H, d, J = 7.5
Hz, H-7), 7.67 (1H, ddd, J = 7.8, 7.8, 1.5 Hz, H-5), 7.53 (1H,
dd, J = 7.5, 7.5 Hz, H-6), 7.44 (1H, dd, J = 7.5, 0.8 Hz, H-4),
5.48 (1H, dd, J=8.1, 4.5 Hz, H-3), 2.04 (2H, m, H-9), 1.78
(2H, m, H-8), 1.37 (2H, m, H-10), 0.91 (3H, t, J=7.2 Hz, H-
11); 13 C NMR (75 MHz, CDCl 3 ): 170.68 (s, C-1), 150.10 (s,
C-3a), 136.51 (s, C-7a), 133.90 (d, C-7), 129.00 (d, C-5),
125.70 (d, C-6), 121.67 (d, C-4), 81.43 (d, C-3), 34.42 (t, C-
8), 26.87 (t, C-9), 22.41 (t, C-10), 13.85 (q, C-11).
Acknowledgements
Financial support for this work from the Consejo Nacional de
Ciencia y Tecnología, México (Project 4794-N9406, grant
940040) and Universidad Nacional Autónoma de México
(PADEP 005351, 005369 and 005372) is gratefully acknowledged.
We thank M. Sc. María Isabel Chávez for NMR experiments
in the Varian Unity Plus-500 instrument, and Rocío
Patiño, Beatriz Quiroz, Luis Velasco and Javier Pérez-Flores
(Instituto de Química de la UNAM), for technical assistance.
We also thank Dr. Robert Bye (Instituto de Biología de la
UNAM) for providing the plant material.
3. Gijbels, M. J.; Scheffer, J. J. C.; Svendsen, B. Riv. Ital.
E.P.P.O.S. 1979, 61, 335-341.
4. (a) Gillespie, S. G.; Duszynski, J. N. Planta Medica 1998, 64,
392. (b) Delgado, G.; Reza-Garduño, R. G.; Rios, M. Y.; del Rio,
F. Planta Medica 1992, 58, 570-571. (c) Kobayashi, M.; Fujita,
M.; Mitsuhashi, H. Chem. Pharm. Bull 1987, 35, 1427-1433.
5. (a) McClure, C. K. and Jung, K.-Y. J. Org. Chem. 1991, 56,
2326-2332. (b) Ogawa, Y.; Hosaka, K.; Chin, M. (C. Zhengxiong)
and Mitsuhashi, H. Heterocycles 1991, 32, 1737-1744. (c)
Ogawa, Y.; Hosaka, K.; Chin, M.; Mitsuhashi, H. Synth. Commun.
1992, 22, 315-321. (d) Li, S.; Fang, X.; Wang, Z.; Yang Y.;
Li, Y. Synth. Commun. 1993, 23, 2909-2913. (e) Watanabe, M.;
Ijichi, S.; Morimoto, H.; Nogami, K.; and Furukawa, S. Heterocycles
1993, 36, 553-563. (f) Ogawa, Y.; Maruno, M.; Wakamatsu,
T. Synlett 1995, 871-873. (g). Ogawa, Y.; Maruno, M.; Wakamatsu,
T. Heterocycles 1995, 41, 2587-2599. (h) Beck, J. J.; Stermitz,
F. R. J. Nat. Prod. 1996, 58, 1047-1055
6. Ogawa, Y.; Mori, Y.; Maruno, M.; Wakamatsu, T. Heterocycles
1997, 45, 1869-1872.
7. Rios, M. Y.; Delgado, G.; Toscano, R. A. Tetrahedron 1998, 54,
3355-3366.
8. Delgado, G.; Reza-Garduño, R. G.; Toscano, R. A.; Bye, R.;
Linares, E. Heterocycles 1988, 27, 1305-1310.
9. Rios, M. Y.; Delgado, G.; Espinosa-Pérez, G. Tetrahedron Lett.
1998, 39, 6605-6608.
10. (a) Houk, K. N.; Strozier, R. W. J. Am. Chem. Soc. 1973, 95,
4094-4096. (b) Devine, P. N.; Oh, T. J. Org. Chem. 1991, 56,
1955-1958. (c) Alonso, I.; Cid, M. B.; Carretero, J. C.; García-
Ruano, J. L.; Hoyos, M. A. Tetrahedron Asymmetry 1991, 2,
1193-1207.
11. Gijbels, M. J. M.; Scheffer, J. J. C.; Svendsen, A. B. Planta Med.
1982, 44, 207-211.
12. Fischer, F. C.; Gijbels, M. J. M. Planta Med. 1987, 49, 77-80.
13. The numbering system for the linear dimeric phthalides 9-12 was
assigned according the accepted numbering of Z-ligustilide (1).
The normal sequence corresponds to the monomer initially complexated
with the Lewis acid (1), and the primes were assigned to
the second monomer (1’).
14. The transformations described in Figs. 3-6 are proposed for illustrative
purposes and do not indicate confirmed mechanisms or
proved intermediates.
15. Alvarez, L.; Delgado, G. J. Org. Chem. 1988, 54, 5527-5530.
16. The term chemosynthesis is used to denote that the synthesis is
carried out by chemical means. Complementary, the term biosynthesis
specifies the enzyme-mediate process.
17. Lin, L.-Z.; He, X.-G.; Lian, L.-Z.; King, W.; Elliott, J. J.
Chromatography A 1998, 810, 71-79.
References and Notes
1. For representative examples, see: (a) Cichy, M.; Wray, V.; Höfle,
G. Liebigs Ann. Chem. 1984, 397-400. (b) Kaouadji, F.; De
Pachtere, F.; Pouget, C.; Chulia, A.; Lavaitte, S. J. Nat. Prod.
1986, 49, 872-879. (c) Tsuchida, T.; Kobayashi, M.; Kaneko, K.;
Mitsuhashi, H. Chem. Pharm. Bull. 1987, 35, 4460-4464. (d)
Segebrecht, S.; Schilder, H. Planta Med. 1989, 55, 572-573. (e)
Hon, P.-M.; Lee, Ch.-M.; Choang, T. F.; Chui, K. Y.; Wong, H.
N. C. Phytochemistry 1990, 29, 1189-1191. (f) Hegnauer, R. The
Biology and Chemistry of the Umbelliferae (Heywood, V. H.,
Ed.) Academic Press, New York. 1971, pp 267-277.
2. (a) Appelt, G. A. J. Ethnopharmac. 1985, 13, 51-55. (b) Bye, R.
A.; Linares, E. J. Ethnobiol. 1986, 6, 289-306. (c) Linares, E.;
Bye, R. A. J. Ethnopharmac. 1987, 19, 153-198. (d) Tang, W.;
Eisenbrand, G. F. Chinese Drugs of Plant Origin. Springer-
Verlag. Berlin, 1992, pp 118-122.

Revista de la Sociedad Química de México, Vol. 43, Núms. 3, 4 (1999) 133-136
Revisión
La bioquímica del litio y su utilización en pacientes
con desórdenes mentales
Roberto Arreguín-Espinosa, 1 * Barbarín Arreguín 1 y Laura Rocío Castañón Olivares 2
1 Instituto de Química, UNAM, Circuito Exterior, Ciudad Universitaria, Coyoacán, 04510 México D.F.
Tel: (525) 622-45-65 Fax: (525) 616-22-03, E-mail arrespin@servidor.unam.mx
2 Laboratorio de Micología Médica, Facultad de Medicina, UNAM, Circuito Exterior, Ciudad Universitaria,
Coyoacán 04510 México, D.F.
Dedicado a la memoria de la Dra. Lydia Rodríguez-Hahn
Resumen. El uso y toxicidad del litio ha sido revisado. El litio continúa
siendo el más útil y poderoso agente disponible para la profilaxis
y tratamiento de la enfermedad bipolar. El litio ha sido añadido a
los antidepresivos y es usado en el tratamiento de la depresión unipolar
resistente. Su empleo en otros desórdenes psiquiátricos, tales
como la esquizofrenia, alcoholismo o comportamiento agresivo ha
sido descrito solo cuando coexiste o sugiere un componente afectivo.
Abstract. Lithium utility and toxicity are reviewed. Lithium continues
to be the most useful agent available for the prophylaxis and
treatment of bipolar illness. Lithium augmentation of antidepressants
is useful in treatment-resistant unipolar depression. Utility in other
psychiatric disorders, such as schizoaffective, alcoholism, or aggressive
behavior, is documented only when a significant affective component
coexists.
El litio es el más ligero de los metales alcalinos y presenta
algunas propiedades fisicoquímicas anómalas debido a la
diferencia tan grande en su electronegatividad con respecto a
los elementos que le siguen en el grupo IA del sistema periódico.
Esta anomalía se manifiesta tanto en las propiedades como
la reactividad del propio elemento, metal de color blanco que
fue descubierto en el laboratorio de Berzelius en 1818.
Entre las cualidades químicas de este elemento están las
siguientes:
a) Las sales de litio son marcadamente menos estables que las
sales de sodio y potasio, así por ejemplo, el bicarbonato, el
peróxido y el sulfhidrato son demasiado inestables para
existir incluso a la temperatura ambiente.
b) Los compuestos que contienen litio son de carácter más
covalente que los de los otros metales alcalinos; así los
haluros son más solubles en los disolventes orgánicos y
pueden separarse de este modo. Además, los complejos formados
con ligandos donadores de oxígeno o nitrógeno son
más estables que los de sodio o potasio.
c) Las sales de litio de aniones con elevadas densidades de
carga tales como hidróxido, carbonato, fosfato y fluoruro son
menos solubles en agua que las de otros metales alcalinos.
d) La llamada “relación diagonal” en el sistema periódico es
particularmente asociada al litio, cuyas sales se parecen a
las de magnesio e incluso en cierto grado a las del calcio del
grupo IIA.
Como su nombre lo indica, el litio se encuentra en muchas
rocas y minerales y es disuelto lentamente por el agua. El
contenido natural de litio (7 mg por litro) en ciertos manantiales
minerales que se encuentran por doquier en la República
Mexicana, constituye la razón fundamental de sus propiedades
terapéuticas y de los supuestos beneficios de tomar este tipo
de aguas. En la segunda mitad del siglo XIX, el litio llegó a
ser un tratamiento reconocido para diversas enfermedades
producidas por la acumulación del ácido úrico en diferentes
partes del cuerpo.
También las sales de litio han tenido otros usos secundarios.
El bromuro se empleó durante mucho tiempo como
sedante y durante los años 40, el cloruro de litio se usó mucho
en E.U.A. para sustituir a la sal en las dietas carentes de este
condimento [1]. Sin embargo, después de varios decesos y de
cierto número de envenenamientos no letales debidos a sus inesperados
efectos sobre pacientes con enfermedades cardiacas y
renales, la FDA (Food and Drug Administration) proscribió su
uso en medicina hasta hace relativamente poco tiempo.
En 1949, J. F. Cade investigó en Australia el efecto del
ácido úrico sobre la toxicidad de la urea en los animales [2].
Utilizando el urato de litio, más soluble, observó que, al cabo
de dos horas, la toxicidad era menor que la esperada. Posteriormente
inyectó intraperitonealmente carbonato de litio en
cobayos y encontró que, aunque totalmente conscientes, quedaban
temporalmente aletargados y sin respuesta a los estímulos.
Comprobó entonces el efecto de la administración oral de

134 Rev. Soc. Quím. Méx. Vol. 43, Núms. 3, 4 (1999) Roberto Arreguín-Espinosa et al.
litio sobre cierto número de pacientes humanos psicóticos, que
sufrían diversas enfermedades mentales, observando una
mejoría asociada con su comportamiento [3-6]. De acuerdo
con el informe de Cade sobre este notable efecto del tratamiento
con litio sobre pacientes maniacos, otros investigadores
utilizaron casi de inmediato, en los años 50 y 60, las sales
de litio y en particular el carbonato, como sedante eficaz en
pacientes con excitación psicótica aguda. Desde entonces la
terapia del litio se ha investigado y analizado ampliamente,
pero su modo de actuar y el fundamento de su efecto específico
sobre los pacientes con un tipo particular de desorden mental
es aún desconocido.
Existen naturalmente problemas relacionados con la terapéutica
del litio, como los hay en otros fármacos. Aparte de su
toxicidad, especialmente en pacientes con enfermedades cardiacas
y renales, se han observado otros efectos secundarios
nocivos, de modo que se reconoce actualmente que el litio no
puede administrarse de modo indiscriminado. Sin embargo, el
tratamiento con litio está bien probado y su eficacia específica
contra la manía hace de él uno de los primeros fármacos
cuya acción sobre el sistema nervioso central puede estudiarse
de forma lógica y minuciosa. Además del carbonato de
litio existían hasta hace poco otros dos tratamientos para
reducir el estado de hiperactividad de los pacientes; las fenotiacinas
y la terapia del shock electro-convulsivo (SEC). Este
último se utiliza todavía en algunos países de Centroamérica
y en África para casos de manías agudas, agresivas y delirantes.
Aunque al parecer es sumamente eficaz en el tratamiento
de pacientes violentos, la respuesta al SEC es de corta
duración y el tratamiento conduce a una pérdida grave de
memoria.
Uno de los problemas al evaluar los diversos tratamientos
de la manía y de las psicosis maniaco-depresivas, es la dificultad
de establecer un diagnóstico inequívoco y un método objetivo
de medir la mejoría. La excitación o depresión extremas
se presentan en muchas enfermedades psiquiátricas y la mezcla
de síntomas en un paciente particular explica porque el
diagnóstico no es siempre claro. La incidencia de este tipo de
enfermedades es aproximadamente de 1 por cada 150,000 habitantes.
Los episodios recurrentes de manía y depresión se estima
que afectan alrededor de 1% de todos los pacientes psiquiátricos.
Los síntomas básicos de la fase maniaca son superactividad
física y mental, excitación y versatilidad de ideas que
conducen a irritabilidad o ira cuando el paciente queda frustrado
de algún modo [7]. A esto le sigue una fase de depresión
(esta fase puede durar días, semanas, meses e incluso
años) caracterizada por una prolongada falta de interés en lo
que le rodea, letargo y a veces tensión y lentitud de los procesos
mentales. Estas sensaciones de inutilidad y falta de esperanza
pueden conducir a algunos al suicidio. Además de la
forma bipolar maniaco-depresiva, se conocen también muchos
casos de ataques monopolares recurrentes de manía sin
la fase intermedia de depresión. El tratamiento para estos pacientes
se limita solamente con inhibidores de la monoaminooxidasa,
lo que no significa una cura, pero sí un remedio temporal.
Desde hace tiempo que se conoce y se ha comparado la
terapéutica del litio con la de otros fármacos (carbamazepina,
cloropramicina) y con placebos. Se sabe por indicaciones
estadísticas que el uso de litio para casos de manía da muy
buenos resultados y aunque todavía el mecanismo de acción
de este metal no se conoce exactamente, da esperanza y optimismo
para seguir siendo utilizado.
Desórdenes afectivos manía y depresión
Terapéutica del litio
El tratamiento típico para personas con algún desorden mental
moderadamente grave, en un adulto de tamaño medio (75 kg),
es de una dosis diaria inicial de 1.5-2.0 g de carbonato de litio,
por vía oral, pero se debe de mantener una dosis en el torrente
sanguíneo de 0.8 a 1.5 miliequivalentes (meq) por litro. Por
encima de este nivel, se han observado diversos efectos secundarios,
tales como calambres abdominales, náuseas, vómito y
diarrea, sed extremada, somnolencia, temblor ocasional y, en
algunos casos, una ganancia excesiva de peso (hasta de 2-5 kg
en pocas semanas) [8]. Estos síntomas se presentan durante
las primeras semanas de tratamiento y desaparecen espontáneamente
o al rebajar la dosis. En cantidades excesivas, esto
es, cuando el contenido de litio se eleva por encima de 2.5
meq por litro de suero sanguíneo, puede haber un envenenamiento,
acentuándose los efectos secundarios anteriores e
incluso pasando los pacientes a un estado de semi-inconsciencia
o coma.
En ciertos casos, la muerte puede ocurrir por complicaciones
respiratorias, una falla renal o ataques cardiacos. El
tratamiento más sencillo contra la toxicidad del litio es detener
la administración del fármaco y aumentar la ingestión de
sodio, si había sido restringida. En ciertos casos críticos puede
ser necesario un tratamiento más amplio tal como hemodiálisis
o diuresis forzada. Otros efectos secundarios menos frecuentes,
pero bien documentados en la literatura, es el bocio o
la disfunción de la tiroides, particularmente en pacientes predispuestos,
lo que indica cierto efecto sobre el metabolismo
del yodo [9]. Por esta razón la terapia del litio exige una
estrecha vigilancia individual de los nocivos efectos secundarios
y un análisis continuo de los niveles de litio en sangre. La
sal que se utiliza ordinariamente es el carbonato de litio y se
administra por vía oral, ya que es fácil de preparar en tabletas,
y se disuelve bien. En algunos casos se han utilizado el citrato
o el acetato de litio, pero su absorción es menor, por tal motivo
se utiliza solamente el carbonato de litio por los laboratorios
farmacéuticos [10].
Todavía no están claros los efectos teratogénicos del
tratamiento con litio, esto es, el efecto sobre los fetos cuando
las madres están sometidas a un tratamiento con litio, pero se
tienen muchos estudios sobre algunos efectos adversos, tanto

La bioquímica del litio y su utilización en pacientes con desordenes mentales 135
en niños como en crías de ratones, lo suficientemente graves
como para recomendar cautela en el tratamiento de mujeres
embarazadas [11].
Los resultados terapéuticos más claros del tratamiento
con litio se obtienen cuando se usa contra ataques maniacos
claramente diagnosticados. Fieve revisó en 1969 los 20 años
anteriores de la terapéutica del litio, durante los cuales fueron
tratados con sales de litio 6000 pacientes en más de una docena
de países, evaluándose los resultados por más de 350 grupos
de investigación. En una extensa revisión bibliográfica, se
estableció que del 20 al 30% de tales pacientes maniacos no
respondió satisfactoriamente, mientras que el 70 al 80%
mostró claras mejorías dentro de una semana, independientemente
de la edad, sexo o duración previa de la enfermedad.
Bioquímica del litio en el organismo
Aunque hay estudios previos de los efectos del litio sobre el
sistema nervioso central, todavía falta mucho de entender y
además no se tienen modelos animales adecuados para la
manía y la depresión. Se ha obtenido información biológica
fundamental sobre el efecto de los cationes del litio, a todos
los niveles biológicos, en animales, en cultivo de órganos y
células, en axones, membranas, enzimas, etc. Sin embargo, a
pesar de la enorme cantidad de datos bioquímicos, se desconoce
aún el lugar y el modo de actuar del litio en los pacientes
maniacos. Varias teorías han sido sugeridas: a) una interferencia
en el equilibrio de electrólitos en los fluidos y tejidos del
organismo; b) un efecto sobre el metabolismo de las aminas
biogénicas y de otros neurotransmisores; y c) un efecto sobre
las hormonas o sobre el suministro de energía y el metabolismo
de la glucosa en el cerebro.
Los fenómenos bioquímicos causantes de la actividad
nerviosa dependen, como es bien sabido, de la desigual distribución
de iones, en particular sodio y potasio entre el interior
y exterior de las membranas. El desequilibrio de iones que
se mantiene por acción enzimática que es dependiente de Na y
K, se manifiesta como un potencial de membrana que puede
ser medido. Se conoce que el litio puede desplazar al sodio de
las células, al menos tan rápidamente como el sodio mismo,
pero después queda atrapado intracelularmente [12]. El litio
provoca al menos en las primeras 24 a 30 horas de su administración,
una diuresis de sodio. Sin embargo, al cabo de unos
días de tratamiento puede producirse una retención del mismo.
Los efectos del litio sobre el potasio son inciertos, pero hay
información reciente que indica que el litio puede aumentar o
disminuir los niveles de potasio en el suero. Se ha demostrado
también que el litio altera tanto el contenido de calcio, como
el de magnesio [13,14].
Cuando se inyecta litio a animales de laboratorio, se distribuye
bastante rápido por casi todos los tejidos tales como
hígado, riñón, pero la llegada al cerebro es muy lenta. Esta
puede ser la razón del prolongado periodo de tratamiento
necesario para producir una respuesta terapéutica en pacientes
maniacos [15].
Se han hecho estudios más importantes acerca del efecto
del litio sobre la modulación sináptica alterando los niveles de
los neurotransmisores: aminas biogénicas, acetilcolina, ácido
g-aminobutírico y ácido glutámico. En estudios recientes, los
fenómenos de elación y depresión en el hombre están relacionados
con el nivel funcional de catecolaminas (principalmente
epinefrina). Los estudios sobre catecolaminas sugieren
que la manía está asociada a un aumento (y la depresión a una
disminución) de norepinefrina funcional sobre las terminaciones
nerviosas. En consecuencia, existe mucha duda de si el
éxito de la terapéutica del litio en el tratamiento del síndrome
maniaco-depresivo se debe exactamente a una alteración del
metabolismo de la catecolamina [16].
Otro problema más que complica la dilucidación de la
neuroquímica del litio y la relación de sus efectos con el tratamiento
de los pacientes es el hecho de que la distribución del
litio no es uniforme en el sistema nervioso central, y que las
diferentes regiones del cerebro tienen funciones distintas de
un modo sumamente específico.
El efecto del litio sobre el metabolismo intermediario ha
sido ampliamente estudiado tanto in vitro como in vivo. En
cultivos de tejido cerebral, secciones de corteza y preparaciones
de mitocondrias del cerebro, el litio al igual que el potasio
(pero al contrario del sodio), mejora el metabolismo energético
y estimula la respiración de la corteza cerebral [17]. Se
sabe que en el metabolismo energético del cerebro se halla
alterado tanto en la manía como en la depresión.
El litio sustituirá al magnesio en muchas de las enzimas
implicadas en el metabolismo de los azúcares y de los aminoácidos
que se encuentran en todos los órganos incluidos
cerebro, riñón, hígado y páncreas [18]. Los efectos de la terapéutica
del litio sobre la absorción de la glucosa y la síntesis
del glucógeno pueden ser causa de la ganancia de peso observada
a menudo en pacientes tratados con litio y que se debe, al
menos en parte, al efecto del litio sobre una o más de las enzimas
implicadas [19]. La opinión general parece ser de que el
tratamiento con litio conduce en el hombre a un aumento en
los niveles de glucosa en sangre y a una disminución de la
insulina, pero esto no puede estar relacionado con el estado
mental del paciente. También hay una elevación uniforme de
los glóbulos blancos en la sangre, fenómeno que se invierte al
detener el tratamiento.
El efecto del litio sobre el metabolismo de los azúcares se
encuentra de cierta manera relacionado con el ritmo de incorporación
de fosfato en huesos y músculos, por lo tanto con
alteraciones en el metabolismo del calcio y del magnesio, ya
que las concentraciones de estos iones están íntimamente ligadas
a las de fosfato. También se ha estudiado el aumento de α-
cetoglutarato en la orina de pacientes sometidos a tratamientos
con litio. Esto indica un efecto directo sobre las enzimas del
ciclo del ácido cítrico.
Se ha examinado el efecto del litio sobre varias enzimas,
pero sin haber llegado a ninguna norma general, lo que sí está
comprobado es que algunas enzimas son inhibidas o afectadas
por efecto del litio, como es el caso de la adenilciclasa y la
succinodeshidrogenasa.

136 Rev. Soc. Quím. Méx. Vol. 43, Núms. 3, 4 (1999) Roberto Arreguín-Espinosa et al.
Finalmente, es indiscutible el efecto muy específico de la
terapéutica del litio en el tratamiento de la manía, pero tiene
además otra gran utilidad y es la de servir de instrumento para
investigar la etiología bioquímica de una enfermedad mental
específica y bien conocida.
Referencias
1. Corcoran, A. C.; Taylor, R. D.; Page, I. H. J. Am. Med. Ass.
1949, 139, 655-663.
2. Cade, J. F. Med. J. Aust. 1949, 36, 349-359.
3. Schou, M. Arch. Gen. Psychiatry. 1997, 54, 9-13.
4. Chou, J. C.; Zito, J. M.; Vitrai, J.; Craig, T. J.; Allingham, B. H.;
Czobor, P. Ann. Pharmacother. 1996, 30, 1396-1398.
5. Fieve, R. Int. J. Psychiat. 1970, 9, 375-412.
6. Gershon, S. Arch. Gen. Psychiatry 1997, 54, 16-20.
7. Kielholz, P.; Adams, C. Schweiz Rundsch Med. Prax. 1978, 67,
1580-1587.
8. Johnson, G. Neuropsychopharmacology 1998, 19, 200-205.
9. Georgotas A. J.; Gershon, S. Clin. Psychopharmacol. 1981, 1,
27-31.
10. Fawcett, J. Adv. Exp. Med. Biol. 1980, 127, 1-13.
11. Donlon, P. T. J. Fam. Pract. 1979, 9, 689-699.
12. Baer, L.; Kassir, S.; Fieve, R. Psychopharmacologia 1970, 17,
216-224.
13. Bunney, W. E. Am. J. Psychiat. 1968, 125, 444-448.
14. Nilsson, J.; Axelsson, A. Acta Psychiat. Scand. 1991, 84, 78-82.
15. Guscott, R. Br. J. Psychiatry 1994, 164, 741-746.
16. Born, G. V. Experientia 1998, 44, 113-115.
17. Yung, C. Y. Pharmacol. Biochem. Behav. 1984, 1, 51-55.
18. Plenge, P. Psychopharmacology 1982, 77, 94-97.
19. Schou, M. Acta Psychiatr. Scand. Suppl. 1988, 345, 119-123.

Revista de la Sociedad Química de México, Vol. 43, Núms. 3, 4 (1999) 137-142
Revisión
Celulosomas: sistemas multienzimáticos
Alejandra Hernández-Santoyo,* Enrique García-Hernández y Adela Rodríguez-Romero
Departamento de Bioquímica, Instituto de Química, Universidad Nacional Autónoma de México,
Circuito Exterior, Ciudad Universitaria, Coyoacán 04510. México, D.F.
Tel. 52(5) 622 45 68. Fax 52(5) 616 22 17. E-mail: hersan@servidor.unam.mx.
Dedicada a la memoria de la Dra. Lydia Rodríguez-Hahn
Resumen. Los celulosomas son complejos multienzimáticos que actúan
sinérgicamente para catalizar la hidrólisis de la celulosa. Estos
están formados esencialmente por varios tipos de celulasas que están
soportadas en una unidad de estructuración. Los celulosomas se encuentran
unidos entre sí formando policelulosomas, que se observan
como protuberancias en la superficie celular de bacterias celulolíticas.
Una combinación de técnicas genéticas, bioquímicas, cristalográficas
y microscópicas han permitido profundizar en el conocimiento
de la celulosa y sus mecanismos de hidrólisis. En este trabajo se presenta
una revisión actualizada de los avances en el estudio de estos
complejos.
Abstract. Cellulosomes are multienzymatic complexes whose components
interact in a cooperative way (synergically) to hydrolyze cellulose.
They are essentially composed of several types of cellulases
assembled on a scaffolding subunit. The cellulosomes are organized
in polycellulosomal organelles, which form protuberances on the surface
of cellulolytic bacteria. A combination of genetic, biochemical,
crystallographic and microscopic techniques have helped to obtain
more insight into the structure of cellulose and of its hydrolysis
mechanism. In this work we present an actualized review of the study
of these complexes.
Introducción
La celulosa es el polímero más abundante en la biosfera, está
formada por residuos de glucosa unidos por enlaces β-1,4 y es
el constituyente principal de la pared celular de las plantas.
Esta puede estar presente en un estado relativamente puro o en
asociación con otros compuestos como la hemicelulosa y las
ligninas. También se encuentra como constituyente de las
algas y tunicados y es sintetizada por algunas bacterias como
Acetobacter xylinum y por hongos [1].
El hecho de que la celulosa es el polímero más abundante
en la naturaleza, confiere una gran importancia ecológica,
industrial y económica a su despolimerización, por lo que es
necesario conocer los requerimientos estructurales y mecanísticos
para la hidrólisis de sus enlaces glucosídicos. Aunque la
unidad repetitiva de este biopolímero es un disacárido (celobiosa),
la celulosa está organizada en un complicado estado
paracristalino y debido a esta complejidad estructural, un solo
tipo de enzimas no puede hidrolizarla eficazmente, por lo que
se requiere de diferentes celulasas trabajando cooperativamente
o sinérgicamente [2-4].
Las celulasas son glicosil hidrolasas o glicohidrolasas, las
cuales hidrolizan oligosacáridos y polisacáridos de glucosa
unidos por enlaces β-1,4 [5, 6]. Estas enzimas están constituidas
por dominios que son estructural y funcionalmente diferentes.
Las celulasas han sido clasificadas en familias de
acuerdo a la homología en la secuencia de los aminoácidos en
su dominio catalítico. De este grupo de enzimas se han determinado
las estructuras tridimensionales de 15 familias, las
cuales coinciden con 5 diferentes tipos de plegamientos: barril
(βα) 8 , el motivo β “jellyroll” (cadena polipeptídica envolviendo
a un barril β), barril (βα) distorsionado, barril β y barril
(α/α) 6 [7-9]. Por otra parte, también han sido clasificadas de
acuerdo al dominio que une a la celulosa (DUC), agrupándolas
en 10 familias [10]. La función principal del DUC es la de
ayudar al dominio catalítico a unirse al sustrato, aunque algunos
DUC también rompen las interacciones no covalentes
entre las cadenas de la celulosa [11, 12].
Desde hace varias décadas se sabe que ciertas bacterias y
hongos producen diferentes tipos de celulasas que requieren
para hidrolizar a la celulosa [9, 13-15]. Originalmente se pensaba
que sus sistemas celulolíticos estaban formados por varios
tipos de celulasas libres que actuaban sinérgicamente
sobre el sustrato insoluble. Posteriormente se descubrió en la
bacteria termófila anaerobia Clostridium thermocellum, un
complejo multienzimático al que se llamó celulosoma [16]. La
existencia de este tipo de complejos ha sido demostrada en
otras especies del género Clostridium [17-19] y más recientemente
en otras bacterias y hongos evolutivamente más distantes
[9, 7, 20]. Sin embargo, cabe señalar que muchos de los
sistemas celulolíticos, particularmente en microorganismos
aerobios, están constituidos por enzimas libres.

138 Rev. Soc. Quím. Méx. Vol. 43, Núms. 3, 4 (1999) Alejandra Hernández-Santoyo et al.
Celulosoma
Los celulosomas son complejos multienzimáticos cuyos componentes
actúan de manera sinérgica para hidrolizar a la celulosa
[21]. Inicialmente dicho complejo fue descrito como un
factor antigénicamente activo que se une a la celulosa y que se
localiza en la superficie de la célula [22]. Los celulosomas
funcionan como estructuras exocelulares especializadas, que
catalizan la hidrólisis de celulosa y hemicelulosa. En general,
tres tipos de enzimas forman los sistemas celulolíticos: (1)
endocelulasas (endoglucanasa o 1,4-β-D-glucan 4-glucanohidrolasa;
E.C. 3.2.1.4), (2) exocelulasas (celulosa 1,4-β-D-celobiosidasa
o 1,4-β-D-glucan celobiohidrolasa; E.C. 3.2.1.91)
y (3) β-D-glucosidasas (β-D-glucosido glucohidrolasa; E.C.
3.2.1.21.) [3, 4, 23].
La heterogeneidad física de los sustratos y la complejidad
de los sistemas celulolíticos hacen que su estudio no sea
simple. Esto hace necesario que se realicen una serie de ensayos
que permitan identificar cada tipo de celulasa involucrada
en un complejo. Un solo ensayo no podría proporcionar
una imagen completa de la naturaleza de una enzima,
por lo que se recomienda el uso de varios ensayos para caracterizar
el sistema y actualmente se han establecido varios
métodos de medición e identificación de celulasas (Tabla 1)
[2, 23-27].
Componentes del celulosoma
Enzimas
Endo-1,4-b-glucanasas
Las endo-1,4-β-glucanasas rompen los enlaces glicosídicos internos
de la celulosa en forma aleatoria, lo que provoca una
rápida disminución en la longitud de la cadena de los β-glucanos
con un incremento lento de los grupos reductores [28].
Las endoglucanasas son clasificadas en familias de acuerdo a
sus propiedades hidrofóbicas [29] y su dominio catalítico [11].
Sus sustratos incluyen a la carboximetilcelulosa y a la celulosa
amorfa tratada con H 3 PO 4 o álcali. La celulosa cristalina, así
como las fibras de algodón o el avicel no son atacados de
manera efectiva por esta enzima. El porcentaje de hidrólisis de
celooligosacáridos de cadenas largas es alta y se incrementa
con el grado de polimerización, siendo la celobiosa el principal
producto de la reacción [23].
Exo-1,4-b-glucanasas
Las exo-1,4-β-glucanasas, también llamadas celobiohidrolasas,
actúan cortando la celobiosa del extremo no reductor de
la cadena y en algunas ocasiones liberan pequeñas cantidades
de glucosa. El porcentaje de hidrólisis de la celobiosa y de
celooligosacáridos de cadenas largas se incrementa con el
grado de polimerización de las mismas [9, 23, 30].
Tabla 1. Métodos de medición de la actividad celulolítica [23].
Enzima Sustrato Ensayo
Celulasas totales Algodón Estimación de celulosa en el residuo
Liberación de azúcares reductores
Disminución del peso
Disminución en la tensión
Papel filtro
Liberación de azúcares reductores
Hidrocelulosa
Avicel
Celobiohidrolasas Avicel Liberación de azúcares reductores
(exocelobiohidrolasa,
Hidrocelulosa
exocelulasa,
Celulosa morfa
Avicelasa) Celooligosacáridos Incremento en el poder reductor o análisis por HPLC
Endo-1,4-β-glucanasa Carboximetilcelulosa (CM) Liberación de azúcares reductores
(CM-celulasa, Hidroxietilcelulosa Disminución en viscosidad
endoglucanasa y Celooligosacáridos Incremento en el poder reductor o análisis por HPLC
endocelulasa) Algodón Crecimiento en alcali
Liberación de azúcares reductores
Celulosa amorfa
Disminución en la turbidez
β-glucosidasa orto-o-para-nitrofenil-β-D-glucosidos Liberación de orto-o-para-nitrofenol
Salicina
Liberación de glucosa
Esculina
Celobiosa
Celooligosacáridos
Incremento en el poder reductor.

Celulosomas: sistemas multienzimáticos 139
b-glucosidasas
Las β-glucosidasas no son propiamente celulasas. No obstante,
son componentes muy importantes de los sistemas
celulolíticos, ya que completan la hidrólisis de cadenas
pequeñas celooligosacáridos y de celobiosa, liberados por
otras enzimas, hasta glucosa. Los sistemas celulolíticos con
niveles bajos de β-glucosidasa tienen una baja actividad,
debido a la inhibición de las endoglucanasas y las celobiohidrolasas
por la celobiosa. Estas enzimas hidrolizan únicamente
celooligosacáridos a una razón decreciente con el grado
de polimerización y no son específicas para enlaces β-1,4
[23, 30].
Xilanasas
Además de las enzimas ya mencionadas, también se ha detectado
la presencia de actividad xilanolítica en polipéptidos del
celulosoma de C. thermocellum [30, 31].
Proteínas que unen celulosa
Un componente mayoritario del celulosoma de C. thermocellum
es un polipéptido que no presenta actividad enzimática
y al que se le ha denominado S1 o S L (posteriormente fue renombrado
como CipA), cuya masa molecular oscila entre
185 y 250 kDa. Estos polipéptidos pueden actuar como factores
que unen celulosa y/o como estructuras que soportan
las subunidades enzimáticamente activas del celulosoma [16,
31-35].
Componentes no proteicos del celulosoma
Los carbohidratos constituyen del 6 al 12% del peso de la masa
celulosomal. Los azúcares identificados en el celulosoma
de C. thermocellum JW20 y YM4 son: xilosa, manosa, galactosa,
glucosa y N-acetilglucosamina. Además, se han detectado
disacáridos, Zinc y Calcio, este último con un papel probablemente
estructural [30, 36-38].
Sinergia entre celulasas
La interacción sinérgica entre celulasas se ha estudiado en
diversos sistemas celulolíticos de bacterias y hongos [3,4].
El concepto de sinergia en la hidrólisis enzimática de la
celulosa fue introducido por Reese et al. en 1950 [39]. En
1954, Gilligan y Reese [40] dan una evidencia experimental
del fenómeno utilizando mezclas de celulasas de hongos y
cuantificando los azúcares reductores, producto de la hidrólisis
de la celulosa. A partir de entonces se han realizado numerosos
estudios incluyendo la interacción sinérgica entre
endo y exo celulasas homólogas, es decir, producidas por el
mismo organismo. También se ha estudiado la sinergia cruzada
entre endo y exo enzimas de diferentes especies de hongos
aerobios y la sinergia entre especies de diferente origen
filogenético, como es entre enzimas de bacterias y hongos
[3, 4, 41, 42].
Tabla 2. Subunidades celulosomales de Clostridium thermocellum.
Quitinasa A Xilanasa Y [71]
Xilanasa A [63] Endoglucanasa F [72]
Endoglucanasa B [64] Xilanasa B [63]
Xilanasa Z [65] Endoglucanasa E [73]
Exoglucanasa CBDIV [66] Endoglucanasa G [74]
Liquenasa B o laminarasa 1 [67]
Estructura del celulosoma
Celulasa K
Celulasa S [68] Endoglucanasa D [75]
Celulasa J [69] Endoglucanasa A [64]
Endoglucanasa H [70] Xilanasa C [76]
El celulosoma se ha descrito como uno de los sistemas enzimáticos
más complejos. Este está constituido por múltiples cadenas
polipeptídicas cuyo número varía de un organismo a otro e
incluso difiere entre cepas [16, 31]. El número exacto de
polipéptidos no se conoce porque algunos de ellos producen
múltiples bandas en geles de electroforesis, dependiendo de la
asociación con otros polipéptidos y a su contenido de carbohidratos
o materiales no proteicos. Recientemente, con el
uso de técnicas de biología molecular y mediante la expresión
y purificación de celulasas celulosomales recombinantes, se ha
logrado el estudio de las enzimas nativas en forma más controlada
[43-47]. Además, han sido usadas técnicas menos destructivas
para la disociación de los componentes celulosomales lo
que ha permitido el aislamiento y estudio de las enzimas nativas
[48-50]. De esta manera, en C. thermocellum se han encontrado
diferentes genes que codifican para diversas enzimas
celulolíticas, reportándose 18 diferentes enzimas celulosomales
de 10 familias diferentes de glicohidrolasas (Tabla 2).
Las enzimas celulosomales son muy parecidas a las celulasas
libres. Ambas contienen dominios catalíticos similares;
la principal diferencia estriba en que las celulasas celulosomales
tienen un dominio de anclaje, el cual ayuda a la integración
de la enzima dentro del complejo celulosómico, mientras
que las celulasas libres no lo tienen [51] (Fig.1A). En bacterias,
el dominio de anclaje consta de 70 residuos que se caracterizan
por tener una región de 22 residuos conservados
[52]. Por otra parte, en enzimas presentes en un hongo ha sido
descrito un dominio de anclaje que comprende una sequencia
conservada de 40 aminoácidos [53]. Estas secuencias conservadas
tienen un motivo que une al calcio. En el caso de las celulasas
que no forman parte de los celulosomas, en lugar del
dominio de anclaje, tienen un DUC [8].
Las enzimas celulosomales también pueden presentar un
DUC. Los diferentes dominios que componen al complejo,
están conectados por péptidos de enlace. Estos segmentos son
frecuentemente, aunque no siempre, ricos en residuos de prolina
y treonina y/o serina y están generalmente glicosilados. Las
subunidades que forman el complejo celulosómico están orga-

140 Rev. Soc. Quím. Méx. Vol. 43, Núms. 3, 4 (1999) Alejandra Hernández-Santoyo et al.
Fig. 1. Representación esquemática de la organización de un celulosoma.
(A) La plataforma de estructuración tiene dos tipos de componentes:
el dominio que une a la celulosa (DUC) y múltiples dominios
de cohesina (numerados), los que están unidos entre sí por péptidos
de enlace. Las subunidades catalíticas se encuentran unidas a un
dominio de anclaje por medio de péptidos de enlace. Algunas subunidades
catalíticas pueden contener también DUC. (B) Representación
esquemática del modo de acción de un policelulosoma, donde se
muestra la superficie celular con las protubozimas y el cambio conformacional
que sufren al unirse a la celulosa.
nizadas por su interacción con una subunidad estructural especializada
(scaffolding). A la fecha, se ha descrito esta estructura
para cuatro especies del género Clostridium. Este tipo de
subunidades estructurales son polipéptidos muy largos y cada
una de ellas contiene un DUC, uno o más segmentos hidrofílicos
conservados de función desconocida y copias múltiples de
dominios de cohesina, que son responsables de la unión de las
subunidades catalíticas dentro del complejo celulosomal [8,
21]. La estructura de los celulosomas es muy estable, flexible y
la interacción con el sustrato parece implicar un cambio conformacional.
Para romper el celulosoma se requieren temperaturas
muy elevadas, sin embargo, las enzimas en forma individual,
son fáciles de desnaturalizar bajo estas condiciones.
Mecanismo de acción del celulosoma
Los primeros modelos para explicar el mecanismo de acción
de los celulosomas se basaron principalmente en observaciones
hechas con microscopía electrónica y una combinación de
técnicas bioquímicas, inmunoquímicas y ultraestructurales
[48, 54-56]. Estos modelos fueron apoyados posteriormente
por investigaciones usando biología molecular [43, 57].
El celulosoma de C. thermocellum ha sido el más estudiado
a la fecha. Este comprende numerosas subunidades, que
están agrupadas en un organelo policelulosomal parecido a
una protuberancia, al cual se le conoce como protubozima.
Estas protuberancias se localizan en la superficie de diferentes
microorganismos [8, 21, 58]. Recientemente, utilizando técnicas
de microscopía electrónica de transmisión y de barrido, se
ha estudiado exhaustivamente la superficie celular de C. thermocellum
[8, 54, 59, 60], pudiendo conocerse el ciclo de vida
de la bacteria y su interacción con la celulosa. En la figura 1B
se muestra un esquema de las protubozimas en sus formas
inactiva y activa, cuando forma una conexión con la misma.
Los celulosomas están cubriendo la parte exterior de la protuberancia
inactiva, formando así los policelulosomas. Estas
protuberancias o protubozimas, al ponerse en contacto con la
celulosa sufren un cambio conformacional, formando una conexión
con la misma. El proceso es posteriormente facilitado
por celulasas no celulosomales y al igual que las células maduras,
los celulosomas son liberados en la matriz extracelular
donde ellos continúan su actividad celulolítica [8, 21].
Estudios recientes indican que los celulosomas se encuentran
en un gran número de microorganismos, pudiendo concluir
que estos sistemas se presentan frecuentemente en la naturaleza
(Tabla 3).
Tabla 3. Celulosomas identificados en diferentes microorganismos.
Organismo
Referencias
Acetivibrio cellulolyticus [7, 9, 30, 58]
Bacteroides celulosolvens [7, 30, 58]
Butyrivibrio fibrisolvens [77-81]
Clostridium cellulolyticum [7, 9, 82-84]
Clostridium cellulovorans [9, 17, 30, 85, 86]
Clostridium josui [7, 9, 87]
Clostridium papyrosolvens [7, 9, 87]
Clostridium stercorarium [9, 88]
Clostridium thermocellum [9, 21, 13, 30, 42, 71, 89, 90]
Caldocellulosiruptor saccharolyticus [91, 92, 93]
Fibrobacter succinogenes [94-98]
Neocallimastix frontalis [99, 100]
Neocallimastix patriciarum [53, 101, 102]
Piromyces orpinomyces [53, 103]
Prevotella ruminicola [9, 104, 105 ]
Pseudomonas fluorescens [9, 93, 106, 107]
Ruminococcus albus [30, 58, 93, 108, 109]
Ruminococcus flavefaciens [110-112]
Streptomyces lividans [9, 113, 114]
Thermomonospora fusca. [9, 115]
Trichoderma reesei [9, 93]
Vibrio sp [9, 116]

Celulosomas: sistemas multienzimáticos 141
Por otra parte, se han observado sistemas enzimáticos que
actúan de manera sinérgica, pero que no son tan complejos
como los celulosomas. Tal es el caso del sistema enzimático
para la hidrólisis del almidón, en donde la α-amilasa, la β-
amilasa, la α-glucosidasa, una exo-α-1,4 glucanasa y la pululanasa
actúan de manera sinérgica [9, 61]. Asimismo, se han
detectado sistemas enzimáticos para la hidrólisis de quitina y
agar [9, 62].
Conclusiones
La presencia de varios sistemas celulolíticos ha sido detectada
en diferentes microorganismos. El descubrimiento del celulosoma
como un complejo multienzimático abrió el camino al
estudio del mecanismo de hidrólisis de la celulosa. En este
campo se han logrado grandes avances gracias a la información
obtenida por técnicas tales como la microscopía electrónica,
biología molecular y difracción de rayos X. Sin embargo,
aún quedan muchas preguntas por contestar para entender
la relación precisa entre la estructura cristalina de la celulosa y
la hidrólisis de la misma.
Agradecimientos
Agradecemos a la DGEP por el apoyo con el proyecto 201343
y al proyecto UNAM-Cray SC-010699.
Referencias
1. Marchessault, R.H.; Sundararajan, P.R., en The polysaccharides,
Vol. 2, Aspinall, G.O., Ed., Academic Press, 1983, 11-95.
2. Coughlan, M.P., en Methods in enzymology, Vol. 160, Wood,
W.A.; Kellogg, S.T., Eds., Academic press, 1988, 135-144.
3. Baker, J.O.; Adney, W.S.; Thomas, S.R.; Nieves, R.A.; Chou, Y-
C.; Vinzant, T.B.; Tucker, M.P.; Laymon, R.A.; Himmel, M.E., en:
Enzymatic degradation of insoluble carbohydrates, Saddler, J.N.;
Penner, M.H., Eds., American Chemical Society, 1995, 113-141.
4. Nidetzky, B.; Steiner, W.; Claeyssens, M., en: Enzymatic degradation
of insoluble carbohydrates, Saddler, J.N.; Penner, M.H.,
Eds., Am. Chem.Soc., Washington, DC. 1995, 90-111.
5. Henrissat, B.; Bairoch, A. Biochem. J. 1993, 293, 781-788.
6. Henrissat, B.; Teeri, T.T.; Warren, R.A.J. FEBS Lett. 1998, 425,
352-354.
7. Bayer, E.A.; Chanzy, H.; Lamed, R.; Shoham, Y. Curr. Opin.
Struct. Biol. 1998, 8, 548-557.
8. Bayer, E.A.; Shimon, L.J.; Shoham, Y.; Lamed, R. J. Struct. Biol.
1998, 124, 221-234.
9. Warren, R.A.J. Annu. Rev. Microbiol. 1996, 50, 183-212.
10. Tomme, P.; Warren, A.J.; Miller, R.C.; Kilburn, D.G.; Gilkes,
N.R., en: Enzymatic degradation of insoluble carbohydrates,
Saddler, J.N.; Penner, M.H., Eds., Am. Chem. Soc., Washington,
DC. 1995, 142-163.
11. Gilkes, N.R.; Henrissat, B.; Kilburn, D.G.; Miller, R.C.; Warren,
R.A.J. Microbiol. Rev. 1991, 55, 303-315.
12. Henrissat, B.; Davies, G. Curr. Opin. Struct. Biol. 1997, 7, 637-644.
13. Béguin, P.; Aubert, J.-P. FEMS Microbiol. Lett. 1994, 13, 25-58.
14. Coughland, M.P., en: Microbial enzymes and biotechnology,
Forgaty, W.M.; Kelly, C.T., Eds., Elsevier, London/New York,
1990, 1-36.
15. Ljungdahl, L.G.; Erikson, K.-E. Adv. Microb. Ecol. 1985, 8, 237-
299.
16. Lamed, R.; Setter, E.; Bayer, E.A. J. Bacteriol. 1983, 156, 828-
836.
17. Belaich, J.-P.; Tardif, C.; Belaich, A.; Gaudin, C. J. Biotechnol.
1997, 57, 3-14.
18. Karita, S.; Sakka, K.; Ohmiya, K., en: Rumen microbes and
digestive physiology in ruminants, Vol. 14, Onodera, R.; Itabashi,
H.; Ushida, K.; Yano, H.; Sasaki, Y., Eds., Japan Sci. Soc. Press,
Tokio, 1997, 47-57.
19. Doi, R.H.; Goldstein, M.; Hashida, S.; Park, J.S.; Takagi, M.
Crit. Rev. Microbiol. 1994, 20, 87-93.
20. Chen, H.; Li, X.; Blum, D.; Ljungdahl, L. FEMS Microbiol. Lett.
1998, 159, 63-68.
21. Bayer, E.A.; Morag, E.; Lamed, R. Trends Biotechnol. 1994, 12,
378-386.
22. Bayer, E.A.; Kenig, R.; Lamed, R. J. Bacteriol. 1983, 156, 818-
827.
23. Wood, T.M.; Bhat, K.M., en: Methods in enzymology, Vol. 160,
Wood, W.A.; Kellogg, S.T., Eds., Academic Press. 1988, 87-112.
24. Enari, T.-M.; Niku-Paavola, M.-L., en: Methods in enzymology,
Vol. 160, Wood, W.A.; Kellogg, S.T., Eds., Academic Press,.
1988, 117-126.
25. Canevascini, G., en Methods in enzymology, Vol. 160, Wood,
W.A.; Kellogg, S.T., Eds., Academic Press, Londres, 1988, 112-
116.
26. Deshpande, M.V.; Pettersson, L.G.; Eriksson, K.-E., en: Methods
in enzymology, Vol. 160, Wood, W.A.; Kellogg, S.T., Eds.,
Academic Press, 1988, 126-130.
27. Hulme, M.A., en: Methods in enzymology, Vol. 160, Wood,
W.A.; Kellogg, S.T., Eds., Academic Press, 1988, 130-135.
28. Wood, T.M.; MaCray, S.I. Adv. Chem. Ser. 1979, 181, 181-209.
29. Henrissat, B.; Claeyssens, M.; Tomme, P.; Lemesle, L.; Mornon,
J.-P. Gene 1989, 81, 83-85.
30. Felix, C.R.; Ljungdahl, L.G. Annu. Rev. Microbiol. 1993, 47,
791-819.
31. Kohring, S.; Wiegel, J.; Mayer, F. Appl. Environ. Microbiol.
1990, 56, 3798-3804.
32. Lamed R.; Setter, E.; Kenig, R.; Bayer, E.A. Biotechnol. Bioeng.
1984, 13, 163-181.
33. Hon-nami, K.; Coughlan, M.P.; Honnami, H.; Carreira, L.H.;
Ljungdahl, L.G. Biotechnol. Bioeng. Symp. 1985, 15, 191-205.
34. Wu, J.H.; Orme-Johnson, W.H.; Demain, A.L. Biochemistry
1988, 27, 1703-1709.
35. Fujino, T.; Béguin, P.; Aubert, J.-P. J. Bacteriol. 1993, 175,
1891-1899.
36. Choi, S.K.; Ljungdahl, L.G. Biochemistry 1996, 15, 4906-4910.
37. Chauvaux S.; Beguin P.; Aubert J.P.; Bhat K.M.; Gow L.A.;
Wood T.M.; Bairoch A. Biochem J. 1990, 265, 261-265.
38. Johnson, P.E.; Creagh, A.L.; Brun, E.; Joe, K.; Tomme, P.;
Haynes, C.A.; McIntosh, L.P. Biochemistry 1998, 37, 12772-
12781.
39. Reese, E.T.; Siu, R.G.H.; Levinson, H.S. J.Bacteriol. 1950, 59,
485-497.
40. Gilligan, W.; Reese, E.T. Can. J. Microbiol. 1954, 1, 90-107.
41. Moloney, A.P.; McCrae, S.I.; Wood, T.M.; Coughlan, M.P.
Biochem. J. 1985, 225, 365-374.
42. Bhat, S.; Goodenough, P.W.; Bhat, M.K.; Owen, E. Int. J. Biol.
Macromol. 1994, 6, 335-342.
43. Béguin, P. Annu. Rev. Microbiol. 1990, 44, 219-248.
44. Béguin, P.; Cornet, P.; Aubert, J.P. J. Bacteriol. 1985, 162, 102-105.
45. Gal, L.; Gaudin, C.; Belaich, A.; Pages, S.; Tardif, C.; Belaich,
J.-P. J. Bacteriol, 1997, 179, 6595-6601.
46. Reverbel-Leroy, C.; Pages, S.; Belaich, A.; Belaich, J.-P.; Tardiff,
C. J. Bacteriol. 1997, 179, 46-52.

142 Rev. Soc. Quím. Méx. Vol. 43, Núms. 3, 4 (1999) Alejandra Hernández-Santoyo et al.
47. Wang, W.K.; Kruus, K.; Wu, J.H.D. Appl. Microbiol. Biotechnol.
1994, 42, 346-352.
48. Morag, E.; Halevy, I.; Bayer, E.A.; Lamed, R. J. Bacteriol. 1991,
173, 4155-4162.
49. Morag, E.; Yaron, S.; Lamed, R.; Kenig, R.; Shoham, Y.; Bayer,
E.A. J. Biotechnol. 1996, 51, 235-242.
50. Bhat, S.; Hutson, R.A.; Owen, E.; Bhat, M.K. Anaerobe 1997, 3,
347-352.
51. Béguin, P.; Lemaire, M. Crit. Rev. Biochem. Mol. Biol. 1996, 31,
201-236.
52. Tokatlidis, K.; Salamitou, S.; Béguin, P.; Dhurjati, P.; Aubert, J.-
P. FEBS Lett. 1991, 291, 185-188.
53. Fanutti C.; Ponyi, T.; Black, G.W.; Hazlewood, G.P.; Gilbert,
H.J. J. Biol. Chem. 1995, 270, 29314-29322.
54. Bayer, E.A.; Lamed, R.J. J. Bacteriol. 1986, 167, 828-836.
55. Mayer, F.; Coughlan, M.P.; Mori, Y.; Ljungdahl, L.G. Appl.
Environ. Microbiol. 1987, 53, 2785-2792.
56. Bayer, E.A.; Kenig, R.; Lamed, R. J. Bacteriol. 1983, 156, 818-827.
57. Béguin, P.; Gilkes, N.R.; Kilburn, D.G.; Miller, R.C.; O’Neill,
G.P.; Warren, R.A. Crit. Rev. Biotechnol. 1987, 6, 129-162.
58. Lamed, E.; Naimark, J.; Morgenstern, E.; Bayer, E. A. J. Bacteriol
1987, 169, 3792-3800.
59. Lamed, E.; Bayer, E.A. Experientia 1986, 42, 72-73.
60. Mayer, F. Electron Microsc. Rev. 1988, 1, 69-85.
61. Henson C.A.; Sun, Z., en: Enzymatic degradation of insoluble
carbohydrates, Saddler, J.N.; Penner, M.H., Eds., Am. Chem.
Soc., Washington, DC. 1995, 51-58.
62. Morrice, L.M.; McLean, M.W.; Long, W.F.; Williamson, R. Eur.
J. Biochem. 1983, 137, 149-154.
63. Sakka, K.; Hayashi, H.; Kimura, T.; Karita, S.; Ohmiya, K. 8 th
Int. Symp. Genet. Ind. Microorg. 1998, 42-43
64. Cornet, P.; Millet, J.; Béguin, P.; Aubert, J.-P. Biotechnology,
1983, 1, 589-594.
65. Grépinet, O.; Chebrou, M.-C.; Béguin, P. J. Bacteriol. 1988, 170,
4582-4588.
66. Zverlov, V.V.; Velikodvorskaya, G.V.; Schwarz, W.H.; Bronnenmeier,
K.; Kellermann, J.; Staudenbauer, W.L. J. Bacteriol. 1998,
180, 3091-3099.
67. Zverlov, V.V.; Fuchs, K.P.; Schwarz, W.H.; Velikodvorskaya, G.
Biotechnol. Lett. 1994, 16, 29-34.
68. Wang, W.K.; Kruus, K.; Wu, J.H. J. Bacteriol. 1993, 175, 1293-
1302.
69. Ahsan, M.M.; Kimura, T.; Karita, S.; Sakka, K.; Ohmiya, K. J.
Bacteriol. 1996, 178, 5732-5740.
70. Yagüe, E.; Béguin, P.; Aubert, J.-P. Gene 1990, 89, 61-67.
71. Fontes, C.M.; Hazlewood, G.P.; Morag, E.; Hall, J.; Hirst, B.H.;
Gilbert, H.J. Biochem. J. 1995, 307, 151-158.
72. Navarro, A.; Chebrou, M.-C.; Béguin, P.; Aubert, J.-P. Microbiol.
1991, 142, 927-936.
73. Hall, J.; Hazlewood, G.P.; Barker, P.J.; Gilbert, H.J. Gene 1988,
69, 29-38.
74. Lemaire, M.; Béguin, P. J. Bacteriol. 1993, 175, 3353-3360.
75. Joliff, G.; Béguin, P.; Aubert, J.-P. Nucleic Acid Res. 1986, 14,
8605-8613.
76. Hayashi, H.; Takagi, K.I.; Fukumura, M.; Kimura, T.; Karita, S.;
Sakka, K.; Ohmiya, K. J. Bacteriol. 1997, 179, 4246-4253.
77. Berger, E.; Jones, A.W.; Jones, D.T.; Woods, D.R. Mol. Gen.
Genet. 1990, 223, 310-318.
78. Berger, E.; Jones, A.W.; Jones, D.T.; Woods, D.R. Mol. Gen.
Genet. 1989, 219, 193-198.
79. Lin, L.-L.; Rumbak, E.; Zappe, H.; Thomson, J.A.; Woods, D.R.
J. Gen. Microbiol. 1990, 136, 1567-1576.
80. Lin, L.-L.; Thomson, J.A. Mol. Gen. Genet. 1991, 228, 55-61.
81. Utt, E.A.; Eddy, C.K.; Keshav, K.F.; Ingram, L.O. Appl. Environ.
Microbiol. 1991, 57, 1227-34.
82. Parsiegla, G.; Juy, M.; Reverbel-Leroy, C.; Tardif, C.; Belaich,
J.-P.; Driguez, H.; Haser, R. EMBO J. 1998, 19, 5551-5562.
83. Belaich, J.-P.; Gaudin, C.; Belaich, A.; Bagnara-Tardif, C.; Fierobe,
H.-P.; Reverbel, C., en: Genetics, biochemistry, and ecology of lignocellulose
degradation, Shimada, K.; Hosino, S.; Ohmiya, K.;
Sakka, K.; Kobayashi, Y.; Karita, S., Eds., Tokyo Univ. 1994, 53-62.
84. Bagnara-Tardif, C.; Gaudin, C.; Belaich, A.; Reverbel, C.; Belaich,
J.-P., en: Genetics, biochemistry, and ecology of lignocellulose
degradation, Shimada, K.; Hosino, S.; Ohmiya, K.; Sakka,
K.; Kobayashi, Y.; Karita, S., Eds., Tokyo Univ. 1994, 65-66
85. Shoseyov, O.; Takagi, M.; Goldstein, M.A.; Doi, R.H. Proc.
Natl. Acad. Sci. 1992, 89, 3483-3487.
86. Doi, R.H.; Park, J.S.; Liu, C.C.; Malburg, L.M.; Tamaru, Y.;
Ichiishi, A.; Ibrahim, A. Extremophiles 1998, 2, 53-60.
87. Pages, S.; Belaich, A.; Fierobe, H.P.; Tardif, C.; Gaudin, C.; Belaich,
J.P. J. Bacteriol. 1999, 6, 1801-1810.
88. Riedel, K.; Bronnenmeien, K. Eur. J. Biochem. 1999, 1, 218-223.
89. Gerngross, U.T.; Romaniec, M.P.M.; Kobayashi, T.; Huskisson,
N.S.; Demain, A.L. Mol. Microbiol. 1993, 8, 325-334.
90. Lytle, B.; Wu, J.H. J. Bacteriol. 1998, 24, 6581-6585.
91. Morris, D.D.; Reeves, R.A.; Gibbs, M.D.; Saul, D.J.; Bergquist,
P.L. Appl. Environ. Microbiol. 1995, 61, 2262-2269.
92. Te’O, V.S.J.; Saul, D.J.; Bergquist, P.L. Appl. Microbiol.
Biotechnol. 1995, 43, 291-296.
93. Tomme, P.; Warren, R.A.J.; Gilkes, N.R. Adv. Microb. Physiol.
1995, 37, 1-81.
94. McGavin, M.; Forsberg, C.W. J. Bacteriol. 1988, 170, 2914-2922.
95. McGavin, M.; Forsberg, C.W. J. Bacteriol. 1989, 171, 3310-3315.
96. McGavin, M.; Forsberg, C.W.; Crosby, B.; Bell, A.W.; Dignard,
D.; Thomas, D.Y. J. Bacteriol. 1989, 171, 5587-5595
97. Broussolle, V.; Forano, E.; Gaudet, G.; Ribot, Y. FEMS Microbiol.
Lett. 1994, 124, 439-448.
98. Malburg, L.M.; Smith, D.C.; Schellhorn, H.E.; Forsberg, C.W.
Can. J. Microbiol. 1993, 39, 882-885.
99. Wilson, C.A.; Wood, T.M. Enzyme Microb. Technol. 1992, 14,
258-264.
100. Wilson, C.A.; Wood, T.M. Appl. Microbiol. Biotechnol. 1992,
37, 125-129.
101. Xue, G.-P.; Gobius, K.S.; Orpin, C.G. J. Gen. Microbiol. 1992,
138, 2397-2403.
102. Zhou, L.; Xue, G.-P.; Orpin, C.G.; Black, G.W.; Gilbert, H.J.;
Hazlewood, G.P. Biochem. J. 1994, 297, 359-364.
103. Li, X.; Chen, H.; Ljungdahl, L. Appl. Environ. Microbiol. 1997,
63, 4721-4728.
104. Wulff-Strobel, C.R.; Wilson, D.B. J. Bacteriol. 1995, 177,
5884-5890.
105. Gasparic, A.; Martin, J.; Daniel, A.S.; Flint, H.J. Appl. Environ.
Microbiol. 1995, 61, 2958-2964.
106. Hall, J.; Black, G.W.; Ferreira. L.M.A.; Millward-Sadler, S.J. y
Ali, B.R.S. Biochem. J. 1995, 309, 749-756.
107. Millward-Sadler, S.J.; Davidson, K.; Hazelwood, G.P.; Black,
G.W.; Gilbert, H.J.; Clarke, J.H. Biochem. J. 1995, 312, 39-48.
108. Ohmiya, K.; Sakka, K.; Karita, S.; Kimura, T. Biotechnol.
Genet. Eng. Rev. 1997, 14, 365-414.
109. Takano, M.; Moriyama, R.; Ohmiya, K. J. Ferment. Bioeng.
1992, 73, 79-88.
110. Kirby, J.; Martin, J.; Daniel, A.; Flint, H. FEMS Microbiol. Lett.
1997, 149, 213-219.
111. Cunningham, C.; McPherson, C.A.; Martin, J.; Harris, W.J.;
Flint, H.J. Mol. Gen. Genet. 1991, 228, 320-323.
112. Zhang, J.-X.; Flint, H.J. Mol. Microbiol. 1992, 6, 1013-1023.
113. Shareck, F.; Roy, C.; Yaguchi, M.; Morosoli, R.; Kluepfel, D.
Gene 1991, 107, 75-82.
114. Thebérge, M.; Lacaze, P.; Shareck, F.; Morosoli, R.; Kluepfel,
D. Appl. Environ. Microbiol. 1992, 58, 815-20.
115. Spiridonov, N.A.; Wilson, D,B. J. Biol. Chem. 1999, 19, 13127-
13132.
116. Tamaru, Y.; Araki, T.; Morishita, T.; Kimura, T.; Sakka, K.;
Ohmiya, K. J. Ferment. Bioeng. 1997, 83, 201-205.