Opuntia albicarpa Scheinvar cv. “Reyna” - Aggie Horticulture - Texas ...

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diente de las micorrizas en el proceso de absorción nutrimental, particulamente de P y Zn, ya que la colonización logró incrementar significativamente el contenido de estos nutrimentos en las plantas, dando como resultado mayor crecimiento. Debido a que no existen reportes donde se haya estudiado la eficiencia de la simbiosis micorrícica en plantas de nopal y con el propósito de profundizar en los conocimientos acerca de la interacción hongo-nopal se planteó esta investigación con el objetivo de evaluar la colonización y el efecto de tres cepas seleccionadas de hongos endomicorrícicos arbusculares en el crecemiento y concentración nutrimental de plantas micropropagadas. MATERIALES Y MÉTODOS MATERIAL BIOLÓGICO Y MICROPROPAGACIÓN El material de estudio fueron plantas de nopal (Opuntia albicarpa Scheinvar) del cultivar “Reyna”, las cuales se clonaron a través de la técnica de micropropagación por cultivo de tejidos establecida por Escobar et al. (1986) y Estrada-Luna (1988) que consiste de tres etapas: aislamiento de propágulos e inducción a la brotación, proliferación de brotes y enraizamiento. Inicialmente se colectaron cladodios jóvenes [5- 7 cm de longitud] (Figura 14.1a) de plantas sanas y se sometieron durante 2 horas a un tratamiento de limpieza a base de una solución jabonosa preparada con agua y jabón comercial, la cual se cambió cada 15 minutos. Después, los cladodios fueron transferidos a una campana de flujo laminar para ser desinfectados superficialmente por espacio de 30 min con una solución de hipoclorito de sodio (clorox al 6% de Cl activo) mas 0.001% de Tween-20 (USB, Cleveland, Ohio). Los propágulos o explantes formados por un par de yemas axilares opuestas se obtuvieron al cortar y eliminar las orillas de los cladodios y realizar varias disecciones a lo largo del cladodio (Figura 14.1b). Figura 14.1. Micropropagación de Nopal (Opuntia albicarpa Scheneider cv. “Reyna”. a) Cladodio joven donador de explantes, b) Explantes (yemas axilares) en cultivo, c) Proliferación de brotes, d) Crecimiento de los brotes. a c d Estado nutrimental y crecimiento de plantas micropropagadas de nopal (Opuntia albicarpa Scheinvar cv. “Reyna”) colonizadas con tres cepas seleccionadas de endomicorrizas Nutrient status and growth of micropropagated prickly-pear cactus (Opuntia albicarpa Scheinvar cv. “Reyna”) plantlets colonized with three-selected endomycorrhiza isolates b 207

208 Para la inducción a la brotación y la proliferación de brotes, los propágulos fueron cultivados en 30 ml de medio de cultivo, el cual se sirvió en frascos de vidrio (Gerber®), con capacidad de 175 ml y tapaderas tipo Magenta B-cap (Sigma Chemical Co., St. Louis, Missouri, USA) (Figura 14.1). Como medio de cultivo para la brotación y proliferación (Figura 14.1b, c, d) se usó la formulación de sales minerales de Murashige y Skoog, MS (1962), la cual se ajustó a un pH de 5.7 y se suplementó con 5% de sacarosa [Sigma Chemical Co.], 0.6% de Bacto-agar [Difco laboratories, Detroit Michigan, USA], 2.5 mg L -1 de BA (6-benzyl aminopurina) [Sigma Chemical Co.], y 5.0 mg L -1 de 2ip (N 6 - [Δ 2 -Isopentenyl] adenina) [Sigma Chemical Co.]. Los brotes fueron enraizados usando el mismo medio de cultivo pero libre de reguladores de crecimiento. Todos los cultivos fueron crecidos en un cuarto de incubación con una temperatura ajustada a 25 ± 2 ºC, fotoperiodo de 16 horas luz y una intensidad lumínica de 100 μmol m -2 seg -1 (densidad de flujo de fotones fotosintéticos). TRANSPLANTE, INOCULACIÓN, ACLIMATIZACIÓN, Y CONDICIONES DE CULTIVO Al finalizar la micropropagación se seleccionaron plantas de tamaño similar, se sacaron de los frascos de cultivo y con agua corriente se lavó su sistema radical para eliminar los residuos de agar. Las plantas lavadas se transfirieron individualmente en macetas de plástico (7.5 x 8.8 x 6.3 cm), que habían sido previamente llenadas con una mezcla esterilizada de arena y suelo (1:1) la cual tenía un bajo contenido de P (1.65 μg g -1 de P extractable). En ese momento se separaron las macetas en 4 grupos, de los cuales 3 se inocularon con HEMA y el restante se dejó sin inocular (control). Las cepas de endomicorrizas fueron seleccionadas en base a su conocida efectividad e infectividad observada en otras especies vegetales (Aguilera-Gómez et al., 1998; Estrada-Luna, 1999; Estrada-Luna et al., 2000; Estrada-Luna y Davies, 2001). La inoculación con HEMA se realizó en todos los casos aplicando 100 g del inóculo en forma de banda a una altura de 80% de llena la maceta. Para la inoculación del primer grupo de plantas se usó la cepa ZAC-19 que es un consorcio compuesto de las especies Glomus albi- Micorrizas arbusculares en ecosistemas áridos y semiáridos Arbuscular mycorrhizae in arid and semi-arid ecosystems dum (Walker y Rhodes), G. claroides (Schenk y Smith) y G. diaphanum (Morton y Walker) (Chamizo et al., 1998), la cual fue colectada en suelos donde se practica agricultura de secano para la producción de frijol y maíz en el estado de Zacatecas, México (Contreras y Ferrera-Cerrato, 1989). La inoculación del segundo grupo se realizó con la cepa denominada “Desierto de Sonora” que es un consorcio colectado en el desierto de Sonora, México compuesto de Glomus aggregatum (Schenck y Smith) Koske, G. deserticola Trappe, Bloss y Menge, G. geosporum (Nicolson y Gerdemann) Walker, G. microaggregatum Koske, Gemma y Olexia, Sclerocystis coremioides Berkeley y Broome, S. sinuosum Gerdemann y Bakshi, Gigaspora margarita Becker y Hall, Scutellospora calospora (Nicolson y Gerdemann) Walker y Sanders, y S. gregaria (Schenk y Nicolson) Walker y Sanders) (Aguilera-Gómez, 1998). Esta cepa se colectó en una localidad situada a 90 Km. al Oeste de la ciudad de Hermosillo, Sonora, México, cuya vegetación corresponde a matorral desértico xerófilo y micrófilo dominado por Carnegiea gigantea y Prosopis juliflora (Aguilera- Gómez, 1998). En el tercer grupo la inoculación se realizó con una cepa pura de G. intraradices (Schenk and Smith) proveniente del INVAM [(International Culture Collection of Arbuscular and Vesicular- Arbuscular Mycorrhizal Fungi), West Virginia, USA]. El inóculo consistió de una mezcla 1:1 de suelo y arena, secciones de raíces colonizadas de cebolla y pasto azul o rye grass (cultivos hospederos), aproximadamente 4000 esporas, e hifas extra radicales, lo cual se obtuvo como resultado del cultivo en maceta de los HEMA. Después del transplante, las plantas fueron crecidas por tres semanas en un cuarto de cultivo con las mismas condiciones mantenidas durante la micropropagación. La primera semana después del transplante las plantas fueron cubiertas con bolsas de plástico para su aclimatización. Al cabo de la cuarta semana las macetas se transfirieron a un invernadero con temperatura promedio durante el día y la noche de 35/20 ºC, fotoperiodo de 16 horas luz y una intensidad lumínica máxima de 1100 μmol m -2 seg -1 (densidad de flujo de fotones fotosintéticos) a nivel de planta. Las plantas fueron fertilizadas una vez a la semana con 100 ml de la solución nutritiva de Long Ashton (Hewitt, 1966) ajustada a un pH

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Para la inducción a la brotación y la proliferación de<br />

brotes, los propágulos fueron cultivados en 30 ml de<br />

medio de cultivo, el cual se sirvió en frascos de vidrio<br />

(Gerber®), con capacidad de 175 ml y tapaderas tipo<br />

Magenta B-cap (Sigma Chemical Co., St. Louis, Missouri,<br />

USA) (Figura 14.1). Como medio de cultivo<br />

para la brotación y proliferación (Figura 14.1b, c, d) se<br />

usó la formulación de sales minerales de Murashige y<br />

Skoog, MS (1962), la cual se ajustó a un pH de 5.7 y<br />

se suplementó con 5% de sacarosa [Sigma Chemical<br />

Co.], 0.6% de Bacto-agar [Difco laboratories, Detroit<br />

Michigan, USA], 2.5 mg L -1 de BA (6-benzyl aminopurina)<br />

[Sigma Chemical Co.], y 5.0 mg L -1 de 2ip (N 6 -<br />

[Δ 2 -Isopentenyl] adenina) [Sigma Chemical Co.]. Los<br />

brotes fueron enraizados usando el mismo medio de<br />

cultivo pero libre de reguladores de crecimiento.<br />

Todos los cultivos fueron crecidos en un cuarto<br />

de incubación con una temperatura ajustada a 25 ±<br />

2 ºC, fotoperiodo de 16 horas luz y una intensidad<br />

lumínica de 100 μmol m -2 seg -1 (densidad de flujo de<br />

fotones fotosintéticos).<br />

TRANSPLANTE, INOCULACIÓN,<br />

ACLIMATIZACIÓN, Y CONDICIONES<br />

DE CULTIVO<br />

Al finalizar la micropropagación se seleccionaron<br />

plantas de tamaño similar, se sacaron de los frascos<br />

de cultivo y con agua corriente se lavó su sistema<br />

radical para eliminar los residuos de agar. Las plantas<br />

lavadas se transfirieron individualmente en<br />

macetas de plástico (7.5 x 8.8 x 6.3 cm), que habían<br />

sido previamente llenadas con una mezcla esterilizada<br />

de arena y suelo (1:1) la cual tenía un bajo contenido<br />

de P (1.65 μg g -1 de P extractable). En ese<br />

momento se separaron las macetas en 4 grupos, de<br />

los cuales 3 se inocularon con HEMA y el restante se<br />

dejó sin inocular (control). Las cepas de endomicorrizas<br />

fueron seleccionadas en base a su conocida<br />

efectividad e infectividad observada en otras especies<br />

vegetales (Aguilera-Gómez et al., 1998;<br />

Estrada-Luna, 1999; Estrada-Luna et al., 2000;<br />

Estrada-Luna y Davies, 2001). La inoculación con<br />

HEMA se realizó en todos los casos aplicando 100 g<br />

del inóculo en forma de banda a una altura de 80%<br />

de llena la maceta. Para la inoculación del primer<br />

grupo de plantas se usó la cepa ZAC-19 que es un<br />

consorcio compuesto de las especies Glomus albi-<br />

Micorrizas arbusculares en ecosistemas áridos y semiáridos<br />

Arbuscular mycorrhizae in arid and semi-arid ecosystems<br />

dum (Walker y Rhodes), G. claroides (Schenk y<br />

Smith) y G. diaphanum (Morton y Walker) (Chamizo<br />

et al., 1998), la cual fue colectada en suelos donde<br />

se practica agricultura de secano para la producción<br />

de frijol y maíz en el estado de Zacatecas, México<br />

(Contreras y Ferrera-Cerrato, 1989). La inoculación<br />

del segundo grupo se realizó con la cepa denominada<br />

“Desierto de Sonora” que es un consorcio<br />

colectado en el desierto de Sonora, México compuesto<br />

de Glomus aggregatum (Schenck y Smith)<br />

Koske, G. deserticola Trappe, Bloss y Menge, G.<br />

geosporum (Nicolson y Gerdemann) Walker, G.<br />

microaggregatum Koske, Gemma y Olexia, Sclerocystis<br />

coremioides Berkeley y Broome, S. sinuosum<br />

Gerdemann y Bakshi, Gigaspora margarita Becker y<br />

Hall, Scutellospora calospora (Nicolson y Gerdemann)<br />

Walker y Sanders, y S. gregaria (Schenk y<br />

Nicolson) Walker y Sanders) (Aguilera-Gómez,<br />

1998). Esta cepa se colectó en una localidad situada<br />

a 90 Km. al Oeste de la ciudad de Hermosillo,<br />

Sonora, México, cuya vegetación corresponde a<br />

matorral desértico xerófilo y micrófilo dominado por<br />

Carnegiea gigantea y Prosopis juliflora (Aguilera-<br />

Gómez, 1998). En el tercer grupo la inoculación se<br />

realizó con una cepa pura de G. intraradices<br />

(Schenk and Smith) proveniente del INVAM [(International<br />

Culture Collection of Arbuscular and Vesicular-<br />

Arbuscular Mycorrhizal Fungi), West Virginia, USA].<br />

El inóculo consistió de una mezcla 1:1 de suelo y<br />

arena, secciones de raíces colonizadas de cebolla y<br />

pasto azul o rye grass (cultivos hospederos), aproximadamente<br />

4000 esporas, e hifas extra radicales, lo<br />

cual se obtuvo como resultado del cultivo en maceta<br />

de los HEMA.<br />

Después del transplante, las plantas fueron crecidas<br />

por tres semanas en un cuarto de cultivo con<br />

las mismas condiciones mantenidas durante la<br />

micropropagación. La primera semana después del<br />

transplante las plantas fueron cubiertas con bolsas<br />

de plástico para su aclimatización. Al cabo de la<br />

cuarta semana las macetas se transfirieron a un<br />

invernadero con temperatura promedio durante el<br />

día y la noche de 35/20 ºC, fotoperiodo de 16 horas<br />

luz y una intensidad lumínica máxima de 1100 μmol<br />

m -2 seg -1 (densidad de flujo de fotones fotosintéticos)<br />

a nivel de planta. Las plantas fueron fertilizadas<br />

una vez a la semana con 100 ml de la solución nutritiva<br />

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