morelia, mich. agosto del 2011 - Facultad de Biología - Universidad ...

M.C. JOSÉ GERARDO ALEJANDRO CEBALLOS CORONA
M.C. MARÍA DEL ROSARIO ORTEGA MURILLO
M.C. REYNA ALVARADO VILLANUEVA
M.C. ALEJANDRA SÁNCHEZ TREJO
M.C. RUBÉN HERNÁNDEZ MORALES
BIÓL. JUAN DIEGO SÁNCHEZ HEREDIA
BIÓL. MARBELLA ARREDONDO OJEDA
BIÓL. PATRICIA HERRERA HERNÁNDEZ
BIÓL. SANDY FABIOLA ANDRADE HERNÁNDEZ
MORELIA, MICH. AGOSTO DEL 2011

MANUAL BOTÁNICA I FAC. BIOLOGÍA
C O N T E N I D O
INTRODUCCIÓN...................................................................................................................... 1
PRÁCTICA N° 1. CARACTERÍSTICAS GENERALES DEL REINO PLANTAE................... 2
PRÁCTICA N° 2. LA INVESTIGACIÓN CIENTÍFICA……..…............................................. 15
PRÁCTICA N° 3. COLECTA, FIJACIÓN Y PRESERVACIÓN DE LAS ALGAS................ 35
PRÁCTICA Nº 4. COLECTA DE BRIOFITAS Y GRUPOS AFINES....................................... 50
PRÁCTICA N° 5. MORFOLOGÍA GENERAL DE LAS ALGAS............................................. 56
PRÁCTICA N° 6. LOS GRUPOS DE ALGAS: HETEROKONTOPHYTA
(PHAEOPHYCEAE), RHODOPHYTA Y CHLOROPHYTA…................................................. 69
PRACTICA N° 7. MORFOLOGÍA GENERAL DE LAS BRIOFITAS Y GRUPOS AFINES…... 107
PRÁCTICA N° 8. LOS GRUPOS DE BRIOFITAS Y GRUPOS AFINES:
ANTHOCEROTOPHYTA, MARCHANTIOPHYTA Y BRYOPHYTA.................................. 121
BIBLIOGRAFÍA......................................................................................................................... 136

MANUAL BOTÁNICA I FAC. BIOLOGÍA
INTRODUCCIÓN
En el Reino Plantae, se ubican a todos aquellos organismos primordialmente multicelulares y
pluricelulares capaces de realizar fotosíntesis y que presentan pared celular principalmente de
composición celulósica. Los vegetales de este grupo se clasifican en plantas no vasculares y
vasculares, de éstas corresponde a la materia de Botánica I el estudio de las no vasculares (algas y
briofitas). Las algas son un grupo artificial, asociadas tomando como base principalmente
características morfológicas, estas se utilizan como base para establecer sus posibles relaciones,
de tal manera que se les considera un grupo filofenético. Un segundo grupo que tiene su origen
en algas verdes, es el de las briofitas, estas presentan tejido poco diferenciado, sin xilema ni
floema, no presentan raíces, tallos y hojas verdaderas, su cuerpo vegetativo esta formado de
estructuras.
La estructura del presente manual pretende proporcionar al estudiante una guía tanto teórica
como práctica, en el se abordan dos aspectos básicos: a) La caracterización citológica y
morfológica de los grupos no vasculares del Reino Plantae y b) Las técnicas de colecta que
permiten obtener los ejemplares de algas y briofitas con las características necesarias para poder
trabajarse en laboratorio. Por otro lado, se pretende proporcionar al estudiante una herramienta
que le permita abordar la materia mediante la implementación de un proyecto de investigación,
para lo cual se les suministran los elementos básicos para adentrarse al proceso de la
investigación científica mediante el uso del Método Científico y el protocolo propuesto por la
Facultad de Biología.
Es necesario hacer un reconocimiento a los profesores iniciadores del laboratorio de algas y
briofitas: Biólogos José L. Magaña Mendoza, Luz del Socorro Rodríguez Jiménez; a las Biólogas
Martha Bustos Zagal y María Elena Rodríguez Ochoa (q.e.d.p); así como al personal del Instituto
Politécnico Nacional Doctoras Angela Catalina Mendoza González, Luz Elena Mateo Cid y la
Q.B.P. Laura Huerta Muzquiz (q.e.d.p) por su valiosa asesoría y formación del personal que
elaboramos el presente manual. Mención especial lo merece la M.C. María del Rosario Ortega
Murillo, nuestra ficóloga decana en la Facultad de Biología.
M.C. María del Rosario Ortega Murillo
“Chayito”
Ficóloga decana de la Facultad de Biología, UMSNH
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MANUAL BOTÁNICA I FAC. BIOLOGÍA
1. INTRODUCCIÓN
PRÁCTICA Nº 1
CARACTERÍSTICAS GENERALES DEL REINO PLANTAE
1.1. Características del Reino Plantae
En sentido amplio el Reino Plantae está constituido por aquellos organismos eucariotas
multicelulares y pluricelulares autótrofos, las células presentan pared celular y cloroplastos, su
máxima expresión son los tejidos con una alta dominancia funcional. El tipo de nutrición implica la
obtención de energía a partir de la luz solar, que es captada por la clorofila, convirtiendo el dióxido
de carbono y el agua en azúcares, siendo estos últimos utilizados como fuente de energía para
realizar todas sus actividades metabólicas y reproductivas, complementario a esto requieren de
nutrientes esenciales (nitratos, nitritos, fosfatos, etc.), para formar proteínas y otras moléculas que
requieren para sobrevivir. Las características que comparten se presentan a continuación:
a) Los pigmentos fotosintetizadores primarios. Es el caso de la clorofila "a", aún cuando también
existe la "b", "c" y "d", éstas necesariamente utilizan la vía de la clorofila "a" (Fig. 1).
b) Los pigmentos fotosintetizadores secundarios. Entre los que se encuentran los carotenos, de estos
el β-caroteno es el principal y el cual es compartido tanto por las plantas no vasculares como las
vasculares (Fig. 2).
c) Otro grupo importante de pigmentos accesorios son las xantofilas, de ellas destacan: la
zeaxantina, la luteína y la violaxantina, presentes en ambos grupos del reino plantae (Fig. 3).
d) La sustancia de reserva que presentan las células vegetales es el almidón o derivados del mismo y
en ocasiones grasas y aceites (Fig. 4).
Citológicamente las plantas comparten las siguientes características:
a) La pared celular formada por dos fases: fibrilar donde se encuentra la celulosa, que es un
polisacárido cuyas moléculas son cadenas lineales de glucosa (unidas por enlaces ß 1-4) cuyos
componentes pueden alcanzar 4 µm de longitud, la amorfa formada por hemicelulosas,
polisacáridos no celulósicos (xilana, glucana, galactana, manana, fructana), y compuestos
pécticos y glucoproteínas (Fig. 1).
b) Los organelos como: los cloroplastos, la vacuola que para las células vegetales es muy grande
incluso abarcando el 90 % del espacio citoplasmático, pirenoides o grúmulos de almidón o sus
derivados, cromoplastos y leucoplastos, entre otros (Fig. 2).
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MANUAL BOTÁNICA I FAC. BIOLOGÍA
Vacuola
Pirenoide
Cloroplasto
Aparato de Golgi
Pared Celular
Nucleólo
Membrana Nuclear
Figura 1. Estructura de la pared celular
Membrana Plasmática
Figura 2. Célula vegetal típica
Mitocondrias
Retículo Endoplásmico
Rugoso
Leucoplasto
Considerando la organización celular los miembros del Reino Plantae se pueden separar en dos
grandes grupos:
a) Organismos multicelulares, constituidos por más de una célula sin diferenciación, cada célula
sigue realizando sus funciones de manera independiente (Fig. 3), o bien la multicelularidad con poca
diferenciación, donde existe una diversificación muy primitiva de las funciones de algunas células,
Núcleo
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por ejemplo, se presentan conjuntos celulares que solamente se dedican a la reproducción celular,
como en el caso de Volvox (Fig. 4).
Figura 3. Organismo multicelular colonial
sin diferenciación (Chlorococcum sp.)
b) Organismos pluricelulares, constituidos por más de una célula, unidas íntimamente una con otra,
estableciéndose una intercomunicación a través de puentes protoplasmáticos. en este sentido
podemos hablar de organización seudoparenquimatosa, parenquimatosa y parenquimática.
Plantas Seudoparenquimatosas, organismos constituidos por más de una célula separadas por
espacios intercelulares, las conexiones protoplasmáticas son muy primitivas llamadas
PUNTOS DE CONEXIÓN (Fig. 5).
Espacios Intercelulares
Puntos de Conexión
Figura 4. Organismo multicelular con poca
diferenciación (Volvox sp.)
Figura 5. Organismo pluricelular seudoparenquimatoso
Plantas Parenquimatosas, organismos constituidos por más de una célula sin separaciones
por espacios intercelulares, las conexiones protoplasmáticas son llamadas
PLASMODESMOS o poros en células especializadas (Fig. 6).
Figura 6. Organismos pluricelulares parenquimatosos
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MANUAL BOTÁNICA I FAC. BIOLOGÍA
Plantas Parenquimáticas, organismos constituidos por más de una célula sin separaciones por
espacios intercelulares, las conexiones protoplasmáticas son llamadas PLASMODESMOS,
con las consecuencias de la compleja unidad y su dependencia celular, es decir, la
multicelularidad se manifiesta para la conformación de tejidos, los que a su vez se agrupan
para formar los órganos de individuos (Fig. 7).
Teniendo en cuenta los anteriores criterios, los vegetales dentro del Reino Plantae son separados en
dos grandes grupos: PLANTAS NO VASCULARES, las cuales no presentan sistemas de
conducción (multicelulares y pluricelulares seudoparenquimatosas y parenquimatosas), y
PLANTAS VASCULARES que presentan sistemas de conducción (pluricelulares
parenquimáticas).
Corte Transversal de Tallo Corte Transversal de raíz
Figura 7. Organismo pluricelular parenquimático
Desde el punto de vista de la reproducción, dentro del Reino Plantae se presentan ciclos especiales a
los cuales se les denominan ALTERNANCIA DE GENERACIONES, en las mismas se encuentran
implícitas las fases haploides y diploides de los vegetales, las particularidades para cada caso tienen
que ver con los procesos de meiosis y fecundación o singamia, además de la ausencia o presencia de
estructuras multicelulares estériles que protegen a los reproductores y a la presencia o no de un
embrión, de acuerdo a este último criterio se subdividen en TALOBIONTA y EMBRIOBIONTA
respectivamente (Fig. 8 y 9).
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Puentes de conjugación
en Spirogyra sp.
Arquegonio Anteridio
Filamentos nodales
Figura 8. Estructuras reproductoras unicelulares en algas (TALOBIONTA)
Arquegonios en Musgo
Ovario
Corte del ovario
Reproductores en Angiosperma
Estambres
Pistilo
Figura 9. Estructuras reproductoras pluricelulares en musgos y angiospermas
(EMBRIOBIONTA)
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1.2. Las Técnicas de Tinción para la Observación de Estructuras Celulares Vegetales
La mayoría de las células son diminutas para ser detectadas a simple vista, por lo cual se requiere
el uso del microscopio para ver la forma y estructura de estas. Sin embargo, no solo el
microscopio basta para ello, es necesaria la utilización de otros implementos que nos faciliten
poder distinguir a las células y sus estructuras. El uso de sustancias específicas, permiten la
observación de las diferentes partes que las constituyen.
Las técnicas de tinción son diversas, pero en general todas buscan el mismo objetivo: lograr que
el índice de refracción de las distintas estructuras celulares sea diferente, para que al ser
atravesadas por la luz den una imagen no homogénea. Si no se utilizarán colorantes, los rayos de
luz pasarían a través de las células sin modificar su trayectoria, o modificándola muy poco, y nos
darían una imagen muy homogénea, casi sin ninguna diferencia.
Los métodos de coloración no funcionan si no consideramos algunos factores como los
siguientes:
Para que el objeto sea visible a través del microscopio, este debe de poseer cierto grado de
contraste con el medio circundante.
El microscopio debe poseer un poder de resolución suficiente para permitir la percepción,
como objetos separados, de dos puntos adyacentes muy próximos en la imagen.
Una vez que estamos seguros de que se cumplen los anteriores requisitos, entonces podemos
proceder al uso de los colorantes.
La mayoría de los colorantes son compuestos que tienen alguna afinidad específica por las
estructuras celulares. Con frecuencia son moléculas cargadas positivamente (cationes - acidos) y
se combinan con intensidad con los constituyentes celulares cargados negativamente, tales como
los ácidos nucleicos y los polisacáridos ácidos. Ejemplos de colorantes catiónicos son el azul de
metileno, el cristal violeta y la safranina. Otros son moléculas cargadas negativameute (aniones -
basicos) y se combinan con los constituyentes celulares cargados positivamente, tales como
muchas proteínas. Esos colorantes incluyen la eosina, la fucsina ácida y el rojo congo.
Los colorantes se clasifican en ácidos, básicos y neutros, según la parte de los mismos que
imparta el color. Las moléculas de los colorantes están constituidas de dos partes:
Grupo cromóforo, el cual confiere el color.
Grupo axócromo, que le da la capacidad de transferir el color a la estructura.
En los colorantes ácidos el grupo cromóforo (el que distribuye el color), es el componente ácido,
el componente básico es incoloro. Lo contrario sucede con los colorantes básicos. Los colorantes
neutros tienen coloreado el componente ácido y el básico. La mayoría de los colorantes son
sintéticos, aunque se emplean todavía algunos naturales.
Las soluciones colorantes también son clasificadas de acuerdo a su acción sobre células vivas o
muertas:
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Soluciones colorantes no vitales: El Lugol, el carmín acético, el cristal violeta y la
solución colorante de Gram tiñen ciertas estructuras de la célula. Durante este proceso de
coloración o teñido, algunas proteínas son desnaturalizadas y la célula muere
inmediatamente. Las células vivas no pueden ser estudiadas con estas soluciones.
Soluciones colorantes vitales: En muchas ocasiones es necesario resaltar detalles
específicos en células vivas. Las soluciones colorantes vitales matan los organismos
lentamente, estos absorben las soluciones colorantes y continúan con sus funciones vitales
por algún tiempo. En consecuencia, es posible teñir la célula viva para mostrar cilios,
flagelos o estructuras intracelulares (núcleo, vacuolas, cloroplastos, etc.). Estas soluciones
colorantes vitales son el azul de metileno, azul de crecil o crecilo, azul tripano, verde
brillante, rojo neutro y el rojo congo.
Existen cuatro tipos de técnicas de tinción: simples, diferenciales, específicas y combinadas:
Tinciones simples. En estas se usa un sólo colorante, siempre de tipo básico. Son usados
exclusivamente para incrementar el contraste; todas las células absorberán el colorante y
quedarán teñidas del mismo color. Por tanto, la tinción simple mejora la observación de la
célula completa.
Tinciones diferenciales Se utilizan para distinguir entre tipos de células. La técnica de
tinción diferencial consta de dos etapas: a) tinción primaria, siguiendo el mismo método
que en una tinción simple y b) tinción de contraste. En la tinción de contraste se utiliza
otro colorante que tiñe las células no teñidas por el primer colorante. Estas tinciones son
muy utilizadas en microbiología. Por ejemplo, la tinción de Gram y la tinción de ácidoalcohol,
ambas aplicadas a bacterias.
Tinciones específicas Mientras las tinciones diferenciales permiten distinguir entre
distintos tipos de células, las tinciones específicas incrementan el contraste en las mismas
y revelan estructuras particulares, entre las que se incluyen las endosporas, los flagelos,
las cápsulas, el núcleo, paredes celulares, cloroplastos, pirenoides y placas, entre otras.
Coloración combinada Se tiñen los elementos nucleares y citoplasmáticos recurriéndose,
al empleo sucesivo de colores básicos y ácidos que contrastan por sus colores.
En el estudio citológico de las células vegetales se utilizan diferentes colorantes, los cuales se
muestran en la Tabla 1, en la misma se describe la técnica para su aplicación y cuales son los
detalles de las estructuras celulares que permiten observar.
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MANUAL BOTÁNICA I FAC. BIOLOGÍA
Tabla 1. Colorantes más Utilizados en Citología e Histología Vegetal
COLORANTE TÉCNICA DE APLICACIÓN ESTRUCTURAS CELULARES
Azul de Crecil o Crecilo Tinción simple, a la muestra se le agrega
directamente una o más gotas del colorante
(dependiendo del tamaño de la misma). Si se trata
de muestras acuosas de microalgas, únicamente se
deberá quitar el exceso mediante papel absorbente
si es necesario. Cuando la muestra es más grande,
ya sean algas, musgos o plantas vasculares,
entonces debemos de pasar agua gota a gota
después de haber agregado el colorante para hacer
un lavado de la muestra y de esta manera quitar el
excedente del colorante.
Azul de Metileno Tinción simple, a la muestra se le agrega
directamente una o más gotas del colorante
(dependiendo del tamaño de la misma). Si se trata
de muestras acuosas de microalgas, únicamente se
deberá quitar el exceso mediante papel absorbente
si es necesario. Cuando la muestra es más grande,
ya sean algas, musgos o plantas vasculares,
entonces debemos de pasar agua gota a gota
después de haber agregado el colorante para hacer
un lavado de la muestra y de esta manera quitar el
excedente del colorante.
Carmín Acético Tinción diferencial, se requiere de colocar la
muestra en un portobjetos y agregar el suficiente
colorante gota a gota hasta que cubra la misma.
El portaobjetos es tomado mediante pinzas de
disección y pasado varias veces por una flama
hasta que comience a hervir, sin llegar a dejar
secar completamente la muestra, ésta se retira de
la flama y se le coloca el cubre objetos: Con las
mismas pinzas se sujeta el porta y cubreobjetos
para hacerles pasar agua, de preferencia destilada,
gota a gota hasta que la muestra queda lavada. Si
se trata de muestras acuosas de microalgas,
únicamente se deberá quitar el exceso mediante
papel absorbente si es necesario.
Es usado exclusivamente para
incrementar el contraste de la pared
celular, se pueden observar las
interconexiones citoplasmáticas
entre células (puntos de conexión,
cribum y plasmodesmos.), o bien
extensiones de la pared celular como
procesos alares o membranosos,
papilas, trígonos, lamelas, etc.).
Además permite la diferenciación de
tejidos en caso de las plantas
vasculares (xilema, floema, etc.).
Es usado exclusivamente para
incrementar el contraste; toda la
célula absorberá el colorante y
quedara teñida del mismo color. Por
tanto, la tinción simple mejora la
observación de la célula completa y
hará resaltar los organelos más
grandes como núcleo y cloroplastos.
Permite distinguir el o los núcleos,
incrementando el contraste entre el
citoplasma y el núcleo.
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MANUAL BOTÁNICA I FAC. BIOLOGÍA
Tabla 1. Colorantes más Utilizados en Citología e Histología Vegetal (Cont.)
Lugol Tinción diferencial, se requiere de colocar la muestra en
un portobjetos y agregar el suficiente colorante gota a gota
hasta que cubra la misma, se coloca el cubre objetos y con
las pinzas de disección se sujeta el porta y cubreobjetos
para hacerles pasar agua, de preferencia destilada, gota a
gota hasta que la muestra queda lavada. Si se trata de
muestras acuosas de microalgas, únicamente se deberá quitar
el exceso mediante papel absorbente si es necesario.
Rojo Congo Tinción simple, a la muestra se le agrega directamente una o
más gotas del colorante (dependiendo del tamaño de la
misma). Si se trata de muestras acuosas de microalgas,
únicamente se deberá quitar el exceso mediante papel
absorbente si es necesario. Cuando la muestra es más
grande, ya sean algas, musgos o plantas vasculares, entonces
debemos de pasar agua gota a gota después de haber
agregado el colorante para hacer un lavado de la muestra y
de esta manera quitar el excedente del colorante.
Rojo Neutro Tinción simple, a la muestra se le agrega directamente una o
más gotas del colorante (dependiendo del tamaño de la
misma). Si se trata de muestras acuosas de microalgas,
únicamente se deberá quitar el exceso mediante papel
absorbente si es necesario. Cuando la muestra es más
grande, ya sean algas, musgos o plantas vasculares, entonces
debemos de pasar agua gota a gota después de haber
agregado el colorante para hacer un lavado de la muestra y
de esta manera quitar el excedente del colorante.
Rojo Sudán Tinción simple, a la muestra se le agrega directamente una o
más gotas del colorante (dependiendo del tamaño de la
misma). Si se trata de muestras acuosas de microalgas,
únicamente se deberá quitar el exceso mediante papel
absorbente si es necesario. Cuando la muestra es más
grande, ya sean algas, musgos o plantas vasculares, entonces
debemos de pasar agua gota a gota después de haber
agregado el colorante para hacer un lavado de la muestra y
de esta manera quitar el excedente del colorante.
Verde Brillante Tinción diferencial, a la muestra adicione una o más gotas
de verde brillante. Lave con agua corriente, como se
indica en los casos anteriores, Cubra la lámina con
fluoroglucina durante 2 minutos. Transcurridos los 2
minutos elimine el exceso de colorante, cubra con ácido
clorhídrico, y coloque el cubreobjetos.
Permite distinguir las estructuras
que contengan polisacáridos como el
almidón o sus derivados,
incrementando el contraste entre el
citoplasma y estas estructuras
(pirenoides y cloroplastos).
Es usado exclusivamente para
incrementar el contraste de la pared
celular, se pueden observar las
interconexiones citoplasmáticas
entre células (puntos de conexión,
cribum y plasmodesmos.), o bien
extensiones de la pared celular como
procesos alares o membranosos,
papilas, trígonos, lamelas, etc.).
Además permite la diferenciación de
tejidos en caso de las plantas
vasculares (xilema, floema, etc.).
Permite distinguir las vacuolas,
incrementando el contraste entre el
citoplasma y las vacuolas.
Sirve para poner de manifiesto la
región lipídica de la membrana.
Sirve para diferenciar los tejidos
conductores. Si solamente se utiliza el
verde brillante, incrementa el
contraste; toda la célula absorberá el
colorante y quedara teñida del
mismo color. Por tanto, la tinción
simple mejora la observación de la
célula completa y hará resaltar los
organelos más grandes como núcleo
y cloroplastos.
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MANUAL BOTÁNICA I FAC. BIOLOGÍA
2. OBJETIVO
- Reconocer las características generales del Reino Plantae.
- Establecer las principales diferencias morfológicas entre los grupos no vasculares y vasculares
del Reino Plantae.
- Determinar las principales diferencias de las estructuras reproductoras entre los grupos
Talobionta y Embriobionta.
3. EQUIPO Y MATERIALES
Microscopio compuesto Lámpara de alcohol Papel seda
Microscopio estereoscópico Carmín acético
Cajas de Petri Lugol
Porta y cubreobjetos Azul de crecil
Pinzas y agujas de disección Ácido clorhídrico
Navaja para rasurar nueva Papel higiénico
Material biológico: Ejemplares de plantas no vasculares y vasculares
4. DESARROLLO DE LA PRÁCTICA
4.1. Observación de la Pared Celular
MATERIAL BIOLÓGICO: Spirogyra sp., hojitas de musgos y hojas de elodea.
TÉCNICA
a) Colocar en portaobjetos separados ejemplares del material biológico mencionado, agregue azul de
crecil suficiente para cubrir cada una de las muestras.
b) Deje reposar por dos minutos, coloque el cubre objetos y observe en el microcopio compuesto la
pared celular de cada ejemplar
REALICE ESQUEMAS Y COLOQUE LOS NOMBRES DE CADA ESTRUCTURA
OBSERVADA
(Ponga atención en la forma de las células)
4.2. Observación de núcleos.
MATERIAL BIOLÓGICO: Spirogyra sp., Cladophora sp. y hojas de elodea.
a) Coloque en portaobjetos separados cada uno de los ejemplares mencionados, agregue Carmín
acético suficiente para cubrir la muestra.
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b) Pase los portaobjetos por la flama del mechero y caliente sin que llegue a hervir la muestra hasta
que quede seca.
c) Una vez enfriado el material, tome su muestra con pinzas de disección y proceda a quitar el
excedente de colorante mediante goteo de agua del grifo (tenga cuidado, ya que su material se puede
perder si no mantiene sujetado el cubre y el portaobjetos con las pinzas)
d) Agregue gotas de agua suficientes para cubrir la muestra y observe en el microscopio compuesto:
- Organismos uninucleados y los multinucleados.
- Coloque adecuadamente la posición del o los núcleos.
REALICE ESQUEMAS Y COLOQUE LOS NOMBRES DE CADA ESTRUCTURA
OBSERVADA
4.3. Observación de cloroplastos y gránulos de almidón.
MATERIAL BIOLÓGICO: Spirogyra sp., hojas de elodea
TÉCNICA
a) Colocar filamentos de Spirogyra sp. en un portaobjetos y agregar lugol suficiente para cubrir la
muestra.
b) Dejar reposar por uno o dos minutos, de ser necesario quite el exceso de colorante mediante papel
higiénico.
c) Coloque el cubreobjetos y observe en el microscopio compuesto.
d) Repita los pasos de a) a la c) utilizando hojas de elodea.
E) De ser necesario quite el excedente de colorante mediante papel higiénico y observe en el
microscopio compuesto:
- Los cloroplastos de los organismos observados.
- Ubique los gránulos de reserva (pirenoides y/o leucoplastos).
- Si se observan vacuolas dibújelas.
REALICE ESQUEMAS Y COLOQUE LOS NOMBRES DE CADA ESTRUCTURA
OBSERVADA
4.4. Observación de los principales tipos morfológicos
MATERIAL BIOLÓGICO: Hypnea sp., tallo de cipres
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TÉCNICA
a) En portaobjetos separados realice cortes finos transversales de Hypnea sp. y del tallo de cipres.
b) Agregue Azul de crecil diluido suficiente para cubrir cada una de las muestras y deje reposar por
uno o dos minutos.
c) Coloque el cubreobjetos y observe en el microscopio compuesto:
- Forma seudoparenquimatosas y parenquimatosas
REALICE ESQUEMAS Y COLOQUE LOS NOMBRES DE CADA ESTRUCTURA
OBSERVADA
5. Observación de algunas estructuras reproductoras.
MATERIAL BIOLÓGICO: Spirogyra sp.; Nitella sp.; musgos; flores de angiospermas.
TÉCNICA
a) Coloque una muestra de filamentos de Spirogyra sp., en un portaobjetos, extienda la muestra y
agregue azul de crecil suficiente para cubrir los ejemplares.
b) Deje reposar por uno o dos minutos, coloque el cubreobjetos y observe en el microscopio
compuesto.
c) En una caja de petri coloque una muestra de Nitella sp., extienda los ejemplares y observe en el
microscopio estereoscópico, localice los reproductores y sepárelos en un portaobjetos para
observarlos en el microscopio compuesto.
d) Del ápice de una rama de musgo elimine las hojitas, realice un corte longitudinal del mismo en un
portaobjetos, agregue azul de crecil o lugol diluido y deje reposar por uno o dos minutos.
e) Coloque el cubreobjetos y observe en el microscopio compuesto.
f) De un tulipán separe uno o dos pétalos y dibuje las partes de la flor, separe el pistilo, colóquelo
sobre un portaobjetos y realice varios cortes finos transversales del ovario.
g) Agregue azul de crecil diluido suficiente para cubrir la muestra, coloque el cubreobjetos y observe
en el microscopio compuesto:
- Estructuras reproductoras de talobiontes y embriobiontes.
REALICE ESQUEMAS Y COLOQUE LOS NOMBRES DE CADA ESTRUCTURA
OBSERVADA
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V. CUESTIONARIO
1. ¿Qué diferencias existen entre un pirenoide y un leucoplasto?.
2. ¿Cuántos tipos de plastos (cromoplastos) existen, describelos?
3. Describe la estructura de la pared celular de una célula vegetal típica.
4. ¿Qué ventajas o desventajas tienen los organismos multinucleados?.
5. ¿Qué es seudoparenquimatoso y qué es parenquimatoso?.
6. ¿Qué es un seudoparénquima y qué es un parénquima?.
7. ¿Qué diferencias de tipo reproductivo existen entre los grupos más primitivos no vasculares
(algas) y los grupos vasculares?.
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PRÁCTICA N° 2
LA INVESTIGACIÓN CIENTÍFICA
Cuando observas el medio que te rodea ¿te han surgido dudas acerca de los fenómenos en que se
manifiesta la naturaleza? y ¿te has preguntado su causa?, ¿haz intentado buscar respuestas?. De
ser así, ¡ya estás en camino para llevar a cabo un proyecto de investigación!. La construcción del
conocimiento científico, implica recorrer un largo camino en el que se vinculan diferentes niveles
de abstracción. La investigación es una aventura relacionada directamente con el deseo de
conocimiento propio del ser humano y es un proceso que resulta fascinante desde su generación.
La investigación es mucho más, es un proceso creativo que va creciendo a medida que avanza y
cuyas fases están estrechamente interrelacionadas.
Quien se dedica a crear una investigación, es decir a plantear y formular un proyecto, escribe un
documento en el cual se especifican los aspectos técnicos, administrativos e infraestructurales que
requiere para su investigación. En la actividad científica es lo usual registrar por escrito todos
estos factores, para evitar dejarlos en la memoria y para garantizar una mayor seguridad y
precisión. Por eso esta etapa de concepción y formulación del proyecto culmina en el documento
del proyecto.
Pero aun admitiendo, que no deje escrita esta planeación, lo que sí es evidente es que todo
investigador antes de emprender las acciones concretas, ha pensado y decidido previamente y de
forma cuidadosa qué es lo que va a hacer y cómo lo va a hacer. Es posible que no todos lleguen
en la concepción y planeación de su obra al mismo nivel de detalle y precisión, pero por lo
menos planean los grandes rasgos de su trabajo.
¡EN EL TRABAJO INVESTIGATIVO NO SE IMPROVISA!
Mientras mayor detalle haya en la planeación, existe menos posibilidad de cometer errores o de
hacer ensayos o actividades inútiles. El objetivo de toda ciencia radica en brindar explicaciones
para los fenómenos observados y establecer principios generales que permitan predecir las
relaciones entre estos y otros fenómenos. Lo que caracteriza a la ciencia es que utiliza un
procedimiento común para adquirir conocimiento llamado MÉTODO CIENTÍFICO. Este puede
definirse, de acuerdo con Bunge como un “conjunto de procedimientos regulares, explícitos y
repetibles mediante los cuales se logra un conocimiento racional, sistemático y verificable de la
naturaleza y la sociedad”.
El método científico es un proceso estructurado mediante el cual se espera encontrar respuestas a
problemas específicos. Es un consenso universal entre los investigadores que contiene una crítica
altamente convencional de los procedimientos, básicamente contiene los siguientes elementos:
1. Identificación y formulación del problema.
2. Enunciado de la o las hipótesis.
3. Experimentación.
4. Análisis e interpretación de datos y elaboración de conclusiones.
5. Comunicación.
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MANUAL BOTÁNICA I FAC. BIOLOGÍA
Con esta propuesta, se pretende romper con el mito, de que las investigaciones en el área de
ciencias naturales, sólo las pueden realizar los científicos connotados; generalmente se conciben
como una clase privilegiada, que es la única capaz de producir conocimiento. Sin embargo, te
darás cuenta que no es así, que todos podemos participar, que lo único que necesitamos es la
inquietud por investigar. A continuación te presentamos esquemáticamente el proceso general de
la investigación:
PLANTEAMOS
APLICAMOS
OBTENEMOS
ELABORAMOS
Con el propósito de acercar este proceso a quien por primera vez se adentra en la investigación
científica, se presentan a continuación las fases fundamentales de este proceso propuestas por
Pedraz (2003):
1. Fase conceptual
2. Fase metodológica
3. Fase empírica
INVESTIGAR
PROBLEMA
MÉTODO CIENTÍFICO
RESULTADOS CONFIABLES
PROYECTO CIENTÍFICO
QUE NOS PERMITE
DESCUBRIR REDESCUBRIR
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La fase conceptual de la investigación es aquella que va desde el conocimiento del problema de
investigación a la concreción de los objetivos del estudio que pretendemos llevar a cabo. Esta es
una fase de fundamentación del problema en el que el investigador descubre la congruencia y la
viabilidad de su investigación, o por el contrario, encuentra el resultado de su pregunta en el
análisis de lo que otros han investigado.
La formulación de la pregunta de investigación: En este apartado el investigador debe
dar forma a la idea que representa a su problema de investigación.
Revisión bibliográfica de lo que otros autores han investigado sobre nuestro tema de
investigación, que nos ayude a justificar y concretar nuestro problema de investigación.
Descripción del marco de referencia de nuestro estudio: Desde qué perspectiva teórica
abordamos la investigación, es decir, cuales son los antecedentes que pueden sustentar mi
proyecto de investigación.
Relación de los objetivos e hipótesis de la investigación: Enunciar la finalidad de nuestro
estudio y el comportamiento esperado de nuestro objeto de investigación.
La fase metodológica es una fase de diseño, en la que la idea toma forma. En esta fase
dibujamos el "traje" que le hemos confeccionado a nuestro estudio a partir de nuestra idea
original. Sin una conceptualización adecuada del problema de investigación en la fase anterior,
resulta muy difícil poder concretar las piezas que forman parte de nuestro diseño:
Elección del diseño de investigación: ¿Qué diseño se adapta mejor al objeto del estudio?
¿Queremos describir la realidad o queremos ponerla a prueba? ¿Qué metodología nos
permitirá encontrar unos resultados más ricos y que se ajusten más a nuestro tema de
investigación?
Definición de los sujetos del estudio: ¿Quién es nuestra población de estudio? ¿Cómo
debo muestrearla?, ¿Quiénes deben resultar excluidos de la investigación?
Descripción de las variables de la investigación: Acercamiento conceptual y operativo a
nuestro objeto de la investigación. ¿Qué entiendo por cada una de las partes del objeto de
mi estudio? ¿Cómo voy a medirlas?
Elección de las herramientas de recogida y análisis de los datos: ¿Desde que
perspectiva estoy abordando mi investigación? ¿Qué herramientas son las más adecuadas
para recoger los datos de la investigación? Este es el momento en el que decidimos si
resulta más conveniente realizar un experimento de laboratorio o un muestreo de campo,
o ambos. Y debemos explicar además cómo vamos a analizar los datos que recojamos en
nuestro estudio.
Las dos fases anteriores nos permiten entregar un proyecto de investigación justo en el momento
antes de su realización. Su importancia radica en que su elaboración es imprescindible para
obtener el permiso del Comité de Investigación del centro en el que trabajamos para realizarlo y
lo que no es menos importante, conseguir recursos económicos a través de las ayudas que ofrecen
los organismos públicos y privados a la investigación.
La fase empírica es, sin duda, la que nos resulta más atractiva, porque, por fin, podemos
materializar nuestra idea. Como el diseñador arquitectónico, que plasma su idea en un plano y
construye unos patrones para crear su casa, nosotros nos metemos en el campo de investigación,
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intentando reproducir la realidad con las herramientas que hemos decidido usar para encontrar un
resultado al problema de investigación.
Acopio de datos: En esta etapa recogeremos los datos de forma sistemática utilizando las
herramientas que hemos diseñado previamente.
Análisis de los datos: Los datos se analizan en función de la finalidad del estudio, según
se pretenda explorar o describir fenómenos o verificar relaciones entre variables.
Interpretación de los resultados: Un análisis meramente descriptivo de los datos
obtenidos puede resultar poco interesante, tanto para el investigador, como para los
interesados en conocer los resultados de un determinado estudio. Poner en relación los
datos obtenidos con el contexto en el que tienen lugar y analizarlos a la luz de trabajos
anteriores enriquece, sin duda, el estudio llevado a cabo.
Difusión de los resultados: Una investigación que no llega al resto de la comunidad de
personas y profesionales implicados en el objeto de la misma tiene escasa utilidad, aparte
de la satisfacción personal de haberla llevado a cabo. Si pensamos que la investigación
mejora la práctica, comunicar los resultados de la investigación resulta un deber
ineludible para cualquier investigador.
Los elementos para plantear un problema son tres y están relacionados entre sí:
Objetivos que persigue la investigación: en ellos se establece que se pretende con la
investigación, deben expresarse con claridad, son la guía del estudio.
Preguntas de investigación: se plantean de tal manera que nos indiquen que respuestas
pueden encontrarse mediante la investigación.
Justificación: se exponen las razones que justifiquen el estudio, por qué debe de hacerse
la investigación.
Además de los tres elementos que conforman propiamente el planteamiento del problema, es
necesario considerar la viabilidad o factibilidad del estudio. Para ello se toma en cuenta la
disponibilidad de recursos financieros, materiales y humanos, tiempo, entrenamiento, etc.
GUIA PARA INICIAR EL PROCESO DE INVESTIGACIÓN
1. ¿Qué quiero investigar, descubrir o comprobar?, Este es el tema.
2. ¿Por qué quiero indagar o experimentar sobre este tema?, Justificación e importancia.
3. ¿De qué manera o por qué ocurre o se produce el fenómeno que deseo investigar?, Problema
• Se plantea una pregunta para formularlo, ¿Qué? ¿Por qué?
4. ¿Para qué quiero investigar?, Objetivo
5. ¿Qué explicación o respuesta podría tener el problema planteado?, Hipótesis
6. ¿Qué se ha escrito y cómo se ha enfocado en los libros, las revistas, artículos en Internet o los
periódicos sobre este tema?, Marco teórico o marco de referencia.
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7. ¿Qué debo hacer para lograr realizar este descubrimiento o esta investigación?, Metodología o
procedimiento
8. ¿Dónde voy a hacer la investigación?, Área o lugar
9. ¿Cuándo la voy a realizar?, Es el cronograma. El período de tiempo.
10. ¿Qué materiales se necesitan para realizar este experimento o investigación?, Materiales
11. ¿Qué descubrimos después de realizar el experimento o la investigación?, Resultados
(Discusión Esquemas, Gráficos Modelos)
12. ¿Qué fuentes consulté para informarme sobre el tema? Libros, Revistas y otros, Bibliografía
13. ¿Quiénes vamos a realizarla?, El equipo humano
14. ¿Dónde voy a presentar los resultados?, Lugar de exposición
15. ¿De qué manera voy a presentar la información?, Informe escrito, modelo experimental,
ponencia oral, cartel, etc.
Para adentrarse en el tema es necesario conocer los estudios, investigaciones y trabajos
anteriores. Conocer lo que se ha hecho con respecto a un tema ayuda a:
No investigar sobre algún tema que ya ha sido estudiado muy a fondo.
Estructurar más formalmente la idea de investigación.
La elección del tema para nuestro proyecto, deberá de estar sustentada en una investigación de
tipo bibliográfico y electrónico, para este caso, necesitamos conocer que se ha hecho sobre las
algas y briofitas en México y en particular en Michoacán.
FORMULACIÓN DE LOS ANTECEDENTES
Todo hecho anterior a la formulación del problema que sirve para aclarar, juzgar e interpretar el
problema planteado, constituye los antecedentes del problema. Establecer los antecedentes, de
ninguna manera es hacer un recuento histórico del mismo, o presentar fuentes bibliográficas que
se van a utilizar, o los datos recolectados que no sabemos en dónde ubicar, o la descripción de las
causas del problema, a no ser que la investigación sea causal.
En los antecedentes se trata de hacer una síntesis conceptual de las investigaciones o trabajos
realizados sobre el problema formulado, con el fin de determinar el enfoque metodológico de la
misma investigación. El antecedente puede indicar conclusiones existentes en torno al problema
planteado. En la presentación de antecedentes se busca aprovechar las teorías existentes sobre el
problema con el fin de estructurar el marco metodológico. Debe estar en función del problema y
ser un medio seguro para lograr los objetivos del mismo.
Antecedentes que no hayan sido trabajados mediante algún tipo de relación con el problema, son
sobrantes. Consultando antecedentes libramos el riesgo de investigar lo que ya está hecho.
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“Un dato aislado frecuentemente es infructuoso. Una vez detectado el problema a investigar
es necesario revisar los escritos sobre el tema, o sobre otros muy ligados a él, lo cual puede
ampliar el panorama o afirmar las dudas respecto a los antecedentes. Después de consultarlos
es conveniente hacer un resumen de los datos recolectados a fin de tenerlos al alcance cuando
sea necesario. Si no se resumen se corre el riesgo de olvidar lo aportado por cada autor; si no
se consulta la obra de otros investigadores se corre el riesgo de repetir investigaciones o
buscar soluciones ya encontradas.” (Arias Galicia en Tamayo y Tamayo1982)
El orden en que se presentarán los antecedentes deberá seguir “la ley del embudo”, en este
sentido primero se abordarán aquellos trabajos de tipo general, para después irse centrado a los de
mayor relación con el tema que se decidió “En otras palabras, redacte utilizando una estructura
lógica deductiva”. Obviamente todo trabajo consultado requiere de un resumen, los resúmenes
sirven para facilitar la retención del material que has estudiado, ya que se asimila una síntesis de
los aspectos esenciales de cada tema. Además te sirven para preparar tus exámenes, ya que con
ellos puedes evaluar tu comprensión de los temas de estudio.
Para realizar un resumen debes haber leído previamente el material y haber comprendido, de
manera tal que puedas expresarlo con tus propias palabras o puedas ligar las frases que usa el
autor de manera adecuada (Anónimo).
Para hacer un resumen existen algunos pasos que facilitarán su elaboración:
Elimina el material innecesario o secundario
Esto quiere decir que descartes aquellas frases que te sirvieron para comprender la idea principal
de un párrafo, pero que ahora puedes prescindir de ellas y dejar solo la idea principal.
Elimina el material importante pero redundante.
Este material es el que repite o abunda en la idea principal
Encuentra términos generales que incluyan varios objetos similares.
Esto quiere decir que tendrás que encontrar una o varias palabras para utilizarlas en lugar de
objetos con características comunes.
Sustituye una serie de eventos o sucesos por un término más general que los incluya.
Es similar al paso anterior solo que aplicado a acciones o situaciones.
Identifica la oración tópico.
La oración tópico es aquella en la que se expone el tema central, la idea más importante de la que
se trata un párrafo. La puedes encontrar al inicio, al final o en medio de un párrafo.
Frecuentemente tendrás que localizar dentro del párrafo datos hechos o personajes que aparezcan
separados, para después ligarlos y así formar oraciones tópico.
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Identifica la oración tópico.
Si no encuentras una oración tópico ¡Elabora una! Es importante que captes la esencia del o los
párrafos para luego expresarlas con tus propias palabras. Siempre debes conservar la idea
original del escrito. Para elaborar un resumen puedes elegir uno o todos los pasos que te sean
convenientes.
“RECUERDA QUE “LA PRÁCTICA HACE AL MAESTRO”, ASÍ QUE MIENTRAS
MÁS RESÚMENES HAGAS MEJORARÁ TU HABILIDAD PARA HACERLOS Y
NOTARÁS RESULTADOS MUY PRONTO EN TU APRENDIZAJE”
Lo anterior nos lleva a considerar el papel que tienen la investigación bibliográfica, incluyendo la
electrónica, para nuestro protocolo, esto nos obliga entonces a llevar una serie de citas en los
párrafos que empleemos en la redacción de nuestros antecedentes, lo cual nos permite acreditar
cual fue nuestra fuente de información, todas estas referencias se plasmarán en un capitulo
llamado “literatura citada”, donde se incluyen todos los elementos del autor u otro tipo de fuente
utilizado en la investigación y preparación del trabajo. La bibliografía la conforman los trabajos
que han servido de apoyo al trabajo realizado y que pueden ser útiles para estudios posteriores o
relacionados.
Una cita es la presentación del material del trabajo de otros autores que se ha tomado para apoyar
y sustentar el estudio a realizar o realizado. Se distinguen varios tipos de citas, entre ellas:
Cita textual: Cuando se transcribe un texto literalmente.
Si la cita tiene menos de 40 palabras, ésta se coloca entre comillas a continuación del párrafo que
se está exponiendo.
Si la cita tiene 40 o más palabras (cita larga), ésta se escribe en una nueva línea, como una nueva
división; escriba todo el párrafo con una sangría de cinco espacios desde el margen izquierdo.
Cita contextual: Cuando se resume una parte específica de un documento o del contenido del
mismo.
Cita de cita: Cuando se hace referencia a citas mencionadas por otros autores.
Las citas se colocan a medida que se van mencionando en el protocolo y cada vez que se ratifica
un dato se debe presentar una nota que reseña la fuente de información. Cuando cite, incluya
siempre el autor y el año.
La cita se puede redactar de tres maneras:
Con énfasis en el autor: apellido del autor, el año entre paréntesis, el texto analizado.
Con énfasis en el contenido del texto: el texto analizado y, entre paréntesis, el apellido
del autor y el año.
Con énfasis en la fecha de publicación: es una narración que comienza con el año, luego
el apellido del autor y el texto analizado.
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Cuando sean tres o más autores, cite al primero y a los subsecuentes como "et al."; en la lista de
referencias se mencionan todos los autores.
A continuación se presentan algunos modelos de citas de referencia que se pueden insertar dentro
de un texto:
Cita textual
Textual corta, énfasis en el contenido, un autor
“La anatomía reproductiva tetrasporofítica consiste en una cavidad oblonga de entre 50-500
micras en diámetro con parafisas ampliamente distribuidas en todo lo largo de la superficie y
tetrasporangios entremezclados con una columnella central bien diferenciada y que da origen por
medio de células que se degeneran al poro del conceptáculo.” (Riosmena, 1998)
Textual corta, énfasis en el contenido, más de tres autores
"El epifitísmo puede ser considerado como una importante estrategia ecológica, con el fin de
obtener un sustrato adecuado para el establecimiento y desarrollo de las especies epífitas.”
(Mateo-Cid et al. 2006)
Textual corta, énfasis en el autor
Espinosa-Ávalos (2005) menciona que...“Una diferencia entre los estudios fenológicos de plantas
vasculares y los de macroalgas marinas es que en los primeros es común que se incluya una
definición de fenología, pero esto no se hace prácticamente nunca en los segundos."
Textual larga, énfasis en el contenido
“La coherencia y lógica sobre las cuales se apoya el conocimiento científico es el resultado de
identificar los elementos básicos que conforman su objeto específico de conocimiento; encontrar
explicaciones interconectadas al comportamiento de los elementos que conforman, y formular
respuestas a la situación descrita por alternativas de acción coherentes con las situaciones
explicativas que las provocan.” (Méndez, 1988)
Textual larga, énfasis en el contenido, más de tres autores
“Los ensambles de algas con forma de crecimiento de césped han sido ampliamente estudiados
en arrecifes coralinos, sin embargo, este tipo de comunidades son poco conocidas en el Pacífico
tropical mexicano. Un total de 45 especies de algas cespitosas fueron recolectadas en cinco
localidades de esta costa para analizar sus variaciones morfológicas. Todas estas variaciones
fueron agrupadas en seis tipos cualitativos, los cuales pueden ser considerados como seis
estrategias diferentes para ajustar los patrones de crecimiento de las especies para formar
céspedes.” (López et al. 2004)
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Contextual específica
Cita contextual
Eco (1982) explicó qué es una tesis y para qué sirve.
Ávila-Ortiz (2003) describe Padina mexicana Dawson variedad erecta var. nov., que se
distribuye a lo largo del Pacífico Tropical Mexicano, en condiciones de exposición de oleaje
directo. Difiere de la variedad tipo por presentar hábito erecto, estípite diferenciado y soros
esporangiales en ambas superficies de la lámina.
Contextual específica, diferentes autores
La distribución de Padina mexicana inicialmente fue para el Golfo de California (Dawson, 1944),
posteriormente Mendoza-González y Mateo-Cid (1986); Mateo-Cid y Mendoza González (1991)
amplían esta área, reportándola en otras localidades hacia el Pacífico Tropical Mexicano,
Contextual específica, dos obras del mismo autor en el mismo año
Para el Pacífico Mexicano, P. crassipes esta reportada desde la costa noroccidental de la
Península de Baja California (Hernández, 1985a y 1985b) hasta las costas de Guerrero, Oaxaca y
Chiapas (Okolodkov, 2005), en ninguno de los casos se hace alusión a su posible toxicidad.
Contextual general
Dinophysis caudata, en aguas costeras de Tailandia y Japón se relaciona con la muerte masiva de
peces debido a la DSP (Okaichi, 1967).
Contextual específica, manuscrito inédito
De la ficoflora se han realizado varios estudios, el más cercano al área de trabajo corresponde a
un análisis de las algas bentónicas de la bahía de Maruata y Faro de Bucerías, además del listado
de especies de las macroalgas en la costa michoacana (Ceballos, inédito).
Contextual general, cita del título de un libro
Con el libro de Dawes (1986), titulado Botánica Marina, muchos neófitos han aprendido los
elementos básicos que nos hablan de la distribución de las macroalgas marinas.
Cita de cita, énfasis en el autor
Cita de cita
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Hernández, (2003), citado por Ceballos (2006), menciona que para el caso de las costas
mexicanas se han identificado cerca de 157 especies formadoras de mareas rojas, con 27 tóxicas
y potencialmente tóxicas.
Cita de cita, énfasis en la fecha
Para el invierno y primavera de 1999, Morales-Blake et al. (2000) citado por Ceballos (2006),
registran mareas rojas en las bahías de Manzanillo, Col. Los muestreos durante el evento de
mayor duración se llevaron a cabo cada media hora en la zona de mayor intensidad, mientras que
en las de menor se realizó cada hora, los resultados muestran que estos fenómenos estuvieron
dominados por Gymnodinium catenatum.
¡CUIDADO NO DEBEMOS DE ABUSAR EL USO DE CITA DE CITA!
Comunicaciones personales
Otras citas de referencia
Una parte de la muestra (un litro) se fijó con formol a una concentración final de 1% (Hernández-
Becerril 1 ). Dos litros se trasladaron en hielo para su análisis en vivo, todo el material fue
transportado al laboratorio de Biología Acuática “Javier Alvarado Díaz” de la Facultad de
Biología de Universidad Michoacana de San Nicolás de Hidalgo. (VER AL PIE DE ESTA
PÁGINA).
Cita interrumpida
"... no existe una sola forma correcta de presentar un trabajo. ... Resulta difícil, al respecto, tratar
de formular procedimientos o técnicas que resuelvan esta tarea, pues no se trata de una actividad
mecánica sino esencialmente creadora" (Sabino, 1986).
Citas para el análisis cartográfico
De acuerdo a INEGI (1985a), la zona de estudio se ubica en la Provincia Fisiográfica Sierra
Madre del Sur y a la subprovincia Costa del Sur, el conjunto de sierras que integra esta
subprovincia se extienden a lo largo de las costas michoacanas, guerrerenses y oaxaqueñas, desde
la desembocadura del Río Coahuayana (limite entre Michoacán y Colima), hasta el puerto de
Salina Cruz, Oaxaca. El territorio michoacano está representado principalmente por sierras bajas
de origen sedimentario, volcánico y metamórficos, y algunos valles y llanuras formados con
materiales aluviales, comprende parte de los municipios de Coahuayana, Aquila, Chinicuila,
Coalcomán, Lázaro Cárdenas y Arteaga.
Para llevar a cabo la caracterización de las localidades se utilizaron las cartas 1:250,000:
Geológica, Hidrológica y Edafológica (INEGI, 1983), y la Topográfica 1:250,000 (INEGI, 1997),
además de las cartas de caracteres geográficos 1:224,000 Aquila y Lázaro Cárdenas (Correa y
Vargas, 1979; INEGI, 1985).
1 Com. Pers. Dr. D.U. Hernández-Becerril, Laboratorio de Fitoplancton Marino, ICMyL, UNAM
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Cita de un lugar en la red, pero no un documento específico
algabase.com es un sitio que facilita la consulta actualizada de las especies de algas a nivel
mundial (http:www.algabase.com)
Cita de un lugar en la red, de un documento específico
Los corales se consideran las comunidades marinas más diversas y complejas un arrecife puede
albergar hasta 3.000 especies, y desempeñan un importante papel en el balance de masas
geoquímica de los océanos. Se ha calculado que, anualmente, los arrecifes de coral son
responsables de la precipitación de la mitad del calcio arrastrado a los océanos por los ríos y son
especialmente importantes en el contexto del cambio climático mundial (IPIECA 1992).
Cita de programas de computadora
Para la elaboración de la clave dicotómica artificial se construyó una matriz de datos
morfológicos a partir de la cual se generó un análisis de agrupamiento cualitativo, mediante el
software NTSYSpc v. 2.02c, los datos obtenidos a partir de esta comparación se utilizaron para
confrontar mediante la teoría de conjuntos las posibilidades de agrupación para la clave
dicotómica.
¿NO SABES QUE TEMA ESCOGER PARA TU PROYECTO?
Aquí te presentamos algunas ideas que te pueden ayudar a seleccionar el tema de tu trabajo.
Recuerda que lo más importante es que te interese el tema. Busca algo que despierte tu curiosidad
científica, auxíliate de lo que el profesor (a) haya expuesto con respecto al tema a desarrollar.
FICOFLORA
¿Cuántas especies de algas existen en la costa?, ¿Cuál grupo de algas es dominante en la
costa?, ¿Existen diferencias en cuanto especies en toda la costa?
ESTRUCTURA Y DISTRIBUCIÓN DE LA FICOFLORA
¿Están presentes las mismas especies en todos los sustratos en una misma playa?
¿Las especies de algas son diferentes en el medio marino a las localizadas en sistemas
dulceacuícolas o salobres adyacentes?
¿Las especies de algas son indicadoras de particularidades ecológicas (calidad del agua,
perturbaciones, sucesión, etc.), en una playa determinada?
¿Qué origen biogeográfico tiene la ficoflora de la costa michoacana?
RELACIONES DE CAUSA Y EFECTO
¿Qué importancia tiene el hábitat en la presencia o ausencia de diferentes algas?
¿Cuál expresión filofenética de las algas es dominante en las diferentes playas?
¿Influyen las condiciones ambientales en la expresión morfológica de las algas?
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BRIOFLORA
¿Cuántas especies de briofitas existen en un bosque?
¿Cuál grupo de briofitas es dominante en un bosque?
ESTRUCTURA Y DISTRIBUCIÓN DE LA BRIOFLORA
¿Existen diferencias en cuanto especies de briofitas entre un bosque templado y la selva
baja caducifolia?
¿Se presentan las mismas especies de briofitas en todos los sustratos en un mismo
bosque?
¿Las especies de briofitas son indicadoras de particularidades ecológicas (calidad del
suelo, perturbaciones, sucesión, etc.), en un bosque determinado?
¿Qué importancia tiene el hábitat en la presencia o no de diferentes briofitas?
Añade nuevas ideas o aspectos a otros trabajos investigativos y crea tu propio proyecto. Como
vez, el cielo es el límite, hay infinidad de cosas que investigar.
Una vez que se ha planteado el problema, el investigador debe formular la hipótesis. Las
hipótesis son las posibles explicaciones, soluciones, conjeturas que se formulan acerca del
problema planteado.
PLANTEAMIENTO DE PROBLEMAS Y FORMULACION DE HIPÓTESIS EN LA
INVESTIGACIÓN CIENTÍFICA
De la observación directa o indirecta de un hecho o fenómeno pueden surgir ideas que llevan al
investigador a plantear un problema.
Para iniciar una investigación científica es fundamental plantearse un problema, que es el
cuestionamiento de una observación, un hecho o un fenómeno. El problema puede formularse
personalmente como una pregunta a la cual el investigador tratará de dar respuesta, después de
experimentar y comprobar los resultados.
El problema debe ser claro, preciso y debe plantearse en términos en que el proceso que se siga
para su posible solución, pueda ser: realizable, observable, medible y estar sujeto a
comprobaciones repetidas.
Una vez que tengas clara tu hipótesis debes definir la forma como la vas a demostrar. Tienes que
diseñar un experimento en el que puedas probar tu hipótesis. Escribe en tu manual una
descripción paso a paso de lo que harás para investigar. Esto se conoce como Plan de
Investigación o Procedimiento Experimental.
FORMULACION DE LOS OBJETIVOS EN LA INVESTIGACIÓN CIENTÍFICA
Existen diversas concepciones acerca de los objetivos a continuación te presentamos la que
consideramos más acorde y de fácil entendimiento de acuerdo a Tamayo y Tamayo:
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Cuando se ha seleccionado el tema de investigación y se ha formulado el problema, debe
procederse a formular los objetivos de la investigación; que deben estar acordes con los del
investigador y los de la investigación.
El objetivo de la investigación es el enunciado claro y preciso de los propósitos por los cuales se
lleva a cabo la investigación. El objetivo del investigador es llegar a tomar decisiones y a
desarrollar una teoría que le permita generalizar y resolver en la misma forma problemas
semejantes en el futuro. Todo trabajo de investigación es evaluado por el logro de los objetivos
de la investigación. Los objetivos deben haber sido previamente formulados y seleccionados al
comienzo de la investigación.
La evaluación de la investigación se realiza con base en los objetivos propuestos y puede ser
sumativa, es decir, progresiva; esto lleva a clasificar los distintos niveles de resultados que se
quieren lograr en le investigación. Si la investigación es planeada científicamente, debe tener
validez en cada una de sus etapas, en razón de objetivos y el logro de éste en cada etapa es lo que
permite pasar a la siguiente.
Al final de la investigación, los objetivos han de ser identificables con los resultados; es decir,
toda la investigación deberá estar respondiendo a los objetivos propuestos. Los objetivos son
fundamentales en la investigación, ya que sin ellos es imposible decidir sobre los medios de
realización de la misma.
A partir del planteamiento del problema se comienza a dar respuesta al objetivo propuesto. El
objetivo de una investigación es lo que se ha de demostrar a partir de un problema o de la
hipótesis propuesta, lo cual nos permite formular objetivos generales y específicos.
Objetivo general
Consiste en enunciar lo que se desea conocer, lo que se desea buscar y lo que se pretende realizar
en la investigación; es decir, el enunciado claro y preciso de las metas que se persiguen en la
investigación a realizar. Para el logro del objetivo general nos apoyamos en la formulación de
objetivos específicos. Un objetivo general puede enunciar varios resultados a lograr, lo
importante es que su enunciado pueda ser diferenciado dentro del contexto total del enunciado
del objetivo general.
Objetivos específicos
Los objetivos generales dan origen a objetivos específicos que son los que identifican las
acciones que el investigador va a realizar para ir logrando dichos objetivos. Los objetivos
específicos se van realizando en cada una de las etapas de la investigación. Estos objetivos deben
ser evaluados en cada paso para conocer los distintos niveles de resultados y se reflejan en la
metodología planteada.
La suma de los objetivos específicos es igual al objetivo general y por tanto a los resultados
esperados de la investigación. Conviene anotar que los objetivos específicos son los que se
investigan y no el objetivo general, ya que éste se logra con los resultados.
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El número de objetivos específicos depende de las acciones necesarias a realizar para el logro de
un objetivo general, conviene no olvidar que para cada resultado enunciado en el objetivo general
hay que establecer una gama de objetivos específicos que me permita su logro. Más que el
número de ellos, interesa interrogarnos si con esos enunciados de actividades puedo obtener el
logro enunciado y así con cada uno de los resultados formulados en el objetivo general.
Para una buena formulación de objetivos conviene redactar todos los posibles enunciados que se
tengan en mente, lo cual nos ayuda a pulir el o los objetivos hasta lograr el enunciado que
responda a nuestro propósito.
El enunciado de un objetivo consta de un conjunto de palabras, las cuales permiten varias
combinaciones y hacen posible el logro de la expresión de un propósito determinado. En la
combinación de palabras o símbolos es necesario tener cuidado, pues se puede correr el riesgo de
indicar con palabras una cosa diferente a lo que queremos expresar. Por tal razón, el enunciado
oracional del objetivo debe responder a lo que el investigador tiene en mente como fin de la
investigación.
En la redacción de objetivos se requiere tomar en consideración que hay palabras o símbolos con
muchas interpretaciones e igualmente los hay que admiten pocas interpretaciones; por ello, se
debe seleccionar la palabra o el verbo que más convenga a su sentido de exactitud respecto a lo
que se piensa. Otra característica importante en la declaración de un objetivo es que éste debe
identificar el tipo de resultados concretos que se pretende lograr. Además los objetivos deben
señalar acciones relacionadas con las observaciones y descripciones de situaciones que el
investigador esté en capacidad de realizar y que no se salgan de sus posibilidades reales.
A continuación se presenta un ejemplo para la redacción de los objetivos:
Objetivo General
Llevar a cabo un reconocimiento de la ficoflora en la playa de “El Zapote de Madero”,
Mpio. de Aquila, Michoacán.
Objetivos particulares
Realizar el listado sistemático de las especies de algas marinas de la playa de “El Zapote
de Madero”.
Elaborar una lista comentada de las especies de algas de la playa “El Zapote de Madero”,
que contenga la descripción morfométrica, sustrato, tipo de vida, exposición al oleaje y
variables fisicoquímicas.
Determinar la estructura de la comunidad algal en la playa “El Zapote de Madero”,
considerando su abundancia, frecuencia, dominancia y valor de importancia.
Definir la diversidad algal de la playa “El Zapote de Madero”
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LA CARACTERIZACIÓN DEL ÁREA DE ESTUDIO
Cuando el proyecto de investigación está enfocado a trabajo de campo, es necesario que se haga
una descripción detallada del área de estudio, cuyo principal sustento se encuentra primeramente
en el análisis cartográfico, y posteriormente en la literatura especializada para el caso, incluso se
puede utilizar como herramienta el programa de imágenes satelitales Google Earth, que se
encuentra disponible en la red de manera gratuita.
A continuación se presenta una síntesis del contenido que deberá de llevar ésta unidad dentro del
protocolo de investigación:
CARACTERIZACIÓN DEL ÁREA DE ESTUDIO
Localización Geográfica
Fisiografía
Geología
Edafología
Hidrología
Hidrología Superficial
Variables Fisicoquímicas
Corrientes
Mareas
Transparencia
Temperatura
Salinidad
Oxigeno Disuelto y Nutrientes
Clima
Vegetación
Fitoplancton Marino
Algas Bénticas
Vegetación Costera
Fauna
Zooplancton
Moluscos
Crustáceos
Influencia Humana
LA SECCIÓN DE MATERIALES Y MÉTODOS
(Propuesta tomada de la Facultad de Biología)
No debe faltar en el proyecto de investigación la unidad de Materiales y Métodos, describiéndose
en ella el material y equipo que se pretende utilizar en la investigación. Tanto el equipo como los
materiales deben describirse en conexión con la metodología, evitando enumerarlos en una lista y
correspondiendo a la solución de cada uno de los objetivos específicos planteados. Si en la
investigación se hará uso de varios experimentos que difieran en su metodología, se sugiere que
en esta sección se describan los métodos generales y las variaciones propias para cada
experimento, refiriéndolas bajo el subtítulo de Metodología Particular en relación a los
objetivos con los que tiene relación directa.
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Para la descripción de los métodos deben aplicarse las siguientes reglas:
Cuando se trata de un proyecto que tiene relación con investigación en diferentes niveles,
la metodología corresponderá a cada uno de ellos, por ejemplo:
De Campo
De Laboratorio
De Gabinete
Las sustancias tales como fertilizantes, insecticidas, fármacos, reactivos, colorantes, etc.,
no se citan por su nombre comercial sino por la sustancia química activa, según la
nomenclatura internacional. Las concentraciones que se usen se deben expresar como
material activo. La maquinaria (tractores, bombas, etc.) se describe cuando sea necesario,
pero sin incluir la marca comercial. No así el instrumental de precisión que deberá incluir
marca y modelo (microscopios, salinómetros, conductivímetros, etc.).
Los métodos de conocimiento general, como diseños experimentales y métodos de
análisis muy comunes, se mencionarán sin, mayor descripción indicando, si es el caso,
una fuente para la información usada. El equipo común que no se considere como de
precisión o en el caso de que la utilización de equipo similar con marcas o modelos
distintos no impliquen efectos sobre los resultados, no deberá describirse con detalle y
sólo se mencionará.
Si el método es original o muy modificado, se describe tan ampliamente como sea
necesario.
Si el método no es de conocimiento general, pero ya ha sido descrito por otro autor, se
menciona y se hará la cita bibliográfica correspondiente.
Todas las medidas deben darse según el Sistema Métrico Decimal (SMD), acorde al
Sistema Internacional de Unidades (ISO 9000, 2006). Si se trata de una cita literal de
trabajos, las medidas se dan tal como se encuentran en el trabajo citado, y a continuación,
entre paréntesis, la equivalencia en el Sistema Métrico Decimal. Para describir las
unidades de medida se utilizarán los símbolos o abreviaturas internacionales.
Para la escritura de nombres científicos deben respetarse las reglas de nomenclatura
establecidas en los códigos internacionales correspondientes.
LA SECCIÓN DEL CRONOGRAMA
En esta sección se presentan de manera ordenada y sintética las actividades que serán efectuadas
para alcanzar los objetivos planteados. Se deberán incluir las actividades de campo y/o
laboratorio, la recopilación y análisis de la información, la escritura del trabajo final y los tiempos
probables en que se presentará para su revisión por el comité correspondiente. A continuación se
muestra un ejemplo del mismo:
30

MANUAL BOTÁNICA I FAC. BIOLOGÍA
CRONOGRAMA DE ACTIVIDADES
ACTIVIDAD J J A S O N
Análisis bibliográfico y cartográfico
Revisión e identificación de muestras
Elaboración de listado sistemático y comentado
Procesamiento de datos
Elaboración de documento final
LA SECCIÓN DE LITERATURA CITADA
En ella deberán presentarse solamente aquellas obras a las que se hace referencia en el texto. Se
ordenarán siguiendo las normas que se anexan a continuación:
GUÍA PARA LAS CITAS BIBLIOGRÁFICAS EN UN TRABAJO DE TESIS
Tomado de la revista BIOLÓGICAS
Las normas para citar referencias bibliográficas en el protocolo de investigación serán las
siguientes:
De los autores
Dependiendo del número de autores, las citas serán de la forma:
Un autor:
Carreón A. Y. 2002. Estructura y función de la simbiosis micorrízica arbuscular. Ciencia
Nicolaita (31): 65-74.
Dos autores:
Burley S. K. & R. G. Roeder. 1996. Biochemistry and structural biology of transcription
factor IID (TFIID). Annual Review of Biochemistry (65): 769-799.
Más de dos autores:
Lyons, J., S. Navarro-Pérez, P. A. Cochran, E. Santana & M. Guzmán-Arroyo. 1995. Index of
Biotic Integrity Based on Fish Assemblages or the Conservation of Streams and
Rivers in West-Central Mexico. Conservation Biology 3 (9): 569-584.
Del tipo de publicación
Artículo proveniente de una revista periódica:
Caso en que sólo hay número y no hay volumen:
Núñez, G. A., F. Cervantes R. & R. López W. 1999. Chromosomal variation of Osgoodomys
banderanus (Rodentia: Muridae). Cytologia (64): 319-326. Tokyo, Japón.
Caso en que hay número y volumen:
Lyons, J., S. Navarro-Pérez, P. A. Cochran, E. Santana & M. Guzmán-Arroyo. 1995. Index of
Biotic Integrity Based on Fish Assemblages or the Conservation of Streams and
Rivers in West-Central Mexico. Conservation Biology 3 (9): 569-584.
31

MANUAL BOTÁNICA I FAC. BIOLOGÍA
Cita de un libro:
Ponce S., J. y C. R. Beutelspacher B. 2001. Alacranes de Michoacán. Universidad Michoacana
de San Nicolás de Hidalgo, Morelia, Michoacán. 103 pp.
Begon, M., J. L. Harper & C. R. Townsend. 1990. Ecology. 2a. ed. Blackwell Scientific
Publications. Boston- Oxford- Londres. 1068 pp.
Cita de un capítulo de un libro:
Polis, G. A. & D. W. Sissom. 1990. Life History. En: Polis, G. A (Ed.) The Biology of
Scorpions. Stanford University Press. USA. pp. 161-223.
Cita de un trabajo de tesis:
García Z. M. L. 1998. Geomorfología de la Costa del Edo. de Michoacán con ayuda de
Percepción Remota. Tesis de Maestría. Fac. de Biología. Universidad Michoacana de
San Nicolás de Hidalgo. Morelia, Michoacán, México. 112 pp.
Cita de un trabajo publicado en Memorias de eventos académicos:
Gómez-Peralta, M., P. Silva S. y F. Hernández V. 1994. Diseño de una técnica para la
obtención de un colorante natural a partir de Roccella babingtoni Mont. Memorias
del V Congreso Nacional de Micología. Sociedad Mexicana de Micología y Universidad
de Guanajuato. Guanajuato, Gto. México. p. 80.
Cita proveniente de una fuente en Internet
Caso sin autor: Se cita como Anónimo y se sigue el siguiente formato:
Anónimo. Año. Título del trabajo o de la página consultada. Dirección electrónica que permite
acceder a la información (fecha de acceso).
Si no se dispone del año en que se creó el documento, debe ponerse s. f. (sin fecha). El año
debe corresponder a la fecha en que se hizo el trabajo, NO A LA QUE SE PUSO EN
LÍNEA). Si la página es de una institución, ésta deberá aparecer como autor. En todos los
casos es importante poner la fecha de acceso al final de la cita.
Caso con autoría explícita:
Se aplican las mismas reglas que para un documento impreso en papel, adicionando la dirección
electrónica.
Ejemplos:
Anónimo. s.f. Euscorpius. Occasional Publications in Scorpiology.
http://www.science.marshall.edu/fet/euscorpius (Accesada en marzo 2003).
Nilsson K. y R. Thomas. 2001. “Silvicultura urbana y periurbana”
http://www.fao.org/waicent/faoinfo/forestry/forestry.htm (Accesada en septiembre de 2003).
Comisión Nacional de Áreas Naturales Protegidas (CONANP). http://semarnat.gob.mx
(Accesada en Octubre de 2003).
32

MANUAL BOTÁNICA I FAC. BIOLOGÍA
Nota: Si se consulta un artículo en su formato original, deberá citarse como si fuera el
original impreso y sólo comentar en el texto que la consulta se hizo en Internet. Para citas
en texto abra las notas que se muestran enseguida.
REGLAS PARA LA PRESENTACIÓN DE TABLAS Y FIGURAS
En un protocolo de investigación se pueden incluir tablas y figuras, las mismas deberán estar
referenciadas en los párrafos correspondientes, para su presentación se deberán tomar en cuenta
las siguientes reglas:
Las tablas deben enumerarse por orden de aparición en el texto, con números arábigos.
Las gráficas, fotografías, dibujos, etc., se incluyen bajo la denominación general de
“Figuras” y se numeran por orden de aparición en el texto, con números arábigos.
Los títulos de las tablas y figuras, al igual que las notas al pie de página, deberán ir a
renglón seguido.
Las tablas y figuras que aparezcan longitudinalmente en la página, deberán respetar
los mismo márgenes ya establecidos para la escritura ordinaria (3.0 cm margen izquierdo
y 2.5 cm para los otros tres). La posición de estas tablas y figuras debe ser en tal forma
que la parte superior de ellas dé hacia el lomo y la base hacia el extremo exterior de la
página. Estas páginas podrán no tener el número.
Las tablas deben ser auto-explicativas. Deben llevar un encabezado explícito sobre
datos mostrados en ellas; si es necesario dar algunos datos adicionales, se hará por medio
de llamadas en el lugar correspondiente, que se refieran a notas al pie; las llamadas se
harán por medio de números arábigos entre paréntesis, y los símbolos (*) y (**) deben
usarse exclusivamente para indicar diferencias de significación estadística
Las figuras deben llevar un pie que explique claramente lo que se desea mostrar en
ellas. Las gráficas deben ser fáciles de leer, a escala conveniente, y con señalamientos y
símbolos fácilmente diferenciables.
Las tablas y las figuras deben insertarse lo más próximo posible al lugar en que se
hace la referencia. Cuando ocupen menos de ½ página, pueden incluirse en el texto, del
cual se separarán por un espacio doble al usual. Cuando ocupen más de ½ página, deben
escribirse en páginas aparte, que se intercalarán entre las del texto siguiendo a aquella
página en la que se haga referencia al cuadro o figura.
¡A PARTIR DE AQUÍ SOLAMENTE SE TE PROPORCIONAN GUÍAS PARA TU
PROCESO DE INVESTIGACIÓN, LA PARTE MÁS IMPORTANTE TE
CORRESPONDE A TI, ES EL INICIO DE UNA NUEVA ETAPA EN EL PROCESO DE
TU FORMACIÓN DENTRO DE ESTA FACULTAD!
33

MANUAL BOTÁNICA I FAC. BIOLOGÍA
En este sentido el objetivo principal de todas las siguientes prácticas, es el de proporcionarte una
orientación para el análisis de los posibles especies que puedas encontrar en las muestras
colectadas en los diferentes sistemas acuáticos y terrestres.
34

MANUAL BOTÁNICA I FAC. BIOLOGÍA
1. INTRODUCCIÓN
1.1. ALGAS MARINAS
PRÁCTICA Nº 3
COLECTA, FIJACIÓN Y PRESERVACIÓN DE ALGAS
La colecta de las algas marinas es una de las actividades más interesantes y diferentes a como se
realiza en el medio dulceacuícola, en el medio marino encontraremos una gran cantidad de algas
macroscópicas fijas a los diferentes substratos (algas bentónicas), sin embargo, la dominancia de
un grupo u otro va a depender de las condiciones ambientales, de tal forma que en regiones
tropicales como es el caso de la Costa Michoacana, la mayor abundancia esta representada por las
divisiones Rhodophyta, Chlorophyta y Phaeophyta en ese orden (Fig. 23).
Figura 23. Grupos de algas bentónicas en la Costa Michoacana
35

MANUAL BOTÁNICA I FAC. BIOLOGÍA
1.1.2. ¿DÓNDE COLECTAR LAS ALGAS MARINAS BENTÓNICAS?
Estas son formas arraigadas que se encuentran fijas a diferentes tipos de sustratos, los que se
mencionan a continuación:
ROCOSO
ARENOSO
ARENO-ROCOSO
GUIJARROS (rocas pequeñas sueltas)
CANTOS RODADOS (rocas grandes sueltas o fijas)
VEGETALES Y MADERA MUERTA
Estos sustratos se puede encontrar en las zonas que se han establecido en el litoral del medio
marino, de acuerdo a la distribución de organismos considerados como indicadores biológicos,
dichas zonas se describen a continuación:
ZONA SUPRALITORAL
Aquella que se localiza en lugares secos que únicamente se humedecen por la influencia del agua
nebulizada en forma de brisa, en la misma no se localizan organismos considerados como
marinos (Fig. 24).
Figura 24. Zona supralitoral
36

MANUAL BOTÁNICA I FAC. BIOLOGÍA
ZONA MESOLITORAL O INTERMAREAL
El límite superior de este piso está determinado por la influencia directa de la marea más alta que
se presenta a lo largo del año; es una zona que se encuentra sometida a condiciones especiales de
emersiones y sumersiones, lo que implica que los organismos que se encuentran aquí deberán
estar adaptados a períodos alternos de sequedad y humedad, que en ocasiones pueden ser muy
extremosos; este piso ha sido subdividido por algunos autores en tres, dependiendo de la anchura
de la plataforma continental, sin embargo para el caso de nuestro Estado, debido a lo angosto de
la misma, dicha división no es operativa (Fig. 25).
Supralitoral
Mesolitoral
Figura 25. Zona mesolitoral o intermareal
ZONA INFRALITORAL O SUBMAREAL
Se caracteriza por estar siempre cubierta de agua, aún cuando se presenten las mareas más bajas
de todo el año; es una zona de condiciones más estables que la anterior, aquí se localizan
organismos que no toleran la sequedad (Fig, 26).
Figura 26. Zona infralitoral
37

MANUAL BOTÁNICA I FAC. BIOLOGÍA
Los estudios de algas bentónicas que se pueden realizar a partir de diferentes colectas, van desde
los cualitativos (listados florísticos, riqueza de taxones, etc.), hasta los cuantitativos (distribución,
densidad, frecuencia, abundancia, similitud, diversidad, etc.), los que integrados conforman un
estudio ecológico que nos ayudará a una mejor comprensión de la dinámica de este grupo.
1.1.3. LA SEGURIDAD EN LA COLECTA
1) Siempre se debe trabajar en equipo, unos colectando y otros vigilando el oleaje, de
preferencia los primeros deberán de atarse a una cuerda que será manejada por los
segundos, 2) Si no se sabe nadar tales personas solamente deberán dedicarse a la vigilancia
y/o toma de datos y contar con chaleco salvavidas (Fig. 27).
Figura 27. Precauciones para la colecta de algas bentónicas
38

MANUAL BOTÁNICA I FAC. BIOLOGÍA
1.1.4. ¿COMO COLECTAR ALGAS BENTÓNICAS?
a) En la zona mesolitoral la colecta puede realizarse manualmente, dependiendo de las
condiciones ambientales, con cuchillo, navaja de campo, espátula y martillo de geólogo o
también directamente con las manos (Fig. 28).
Figura 28. Colecta de algas bentónicas en el mesolitoral
b) En el infralitoral, además del equipo mencionado arriba, se requiere mínimamente de visor,
aletas y snorkel, además de una bolsa de malla cerrada de tul u organza para transportar los
ejemplares colectados (Fig. 29).
Figura 29. Buceo libre y con scuba en la zona infralitoral
39

MANUAL BOTÁNICA I FAC. BIOLOGÍA
Los ejemplares se obtienen completos, con las estructuras de fijación al sustrato y sus
reproductores, éstas últimas se pueden identificar por la presencia de pequeñas manchas
coloreadas u oscuras en los talos (Fig. 30).
Estructuras de fijación
Estructuras reproductoras
Figura 30. Ejemplares completos con estructuras de fijación y reproductoras
40

MANUAL BOTÁNICA I FAC. BIOLOGÍA
Una vez obtenidos los ejemplares, son colocados en bolsas de plástico de 30 x 40 cm, con la
cantidad de agua del medio suficiente para cubrirlas, en cada una de ellas se coloca una etiqueta,
de papel herculene o albanene, donde se anota con lápiz el número de colecta correspondiente, no
esta por demás anotar en la bolsa el mismo número, con marcador de tinta permanente y
resistente al agua.
RECUERDA EL NÚMERO CORRESPONDERÁ AL DE LA LIBRETA O DIARIO DE
CAMPO. En tanto se llega al lugar donde se fijarán los ejemplares, estos deberán ser
transportados en bolsas de plástico, de preferencia de color oscuro con la finalidad de evitar en lo
posible la decoloración de los ejemplares (Fig. 31), además de mantenerlas en lugares
sombreados y más o menos frescos.
1.1.5. DATOS DE COLECTA
Figura 31. Transportación de las algas
Cada muestra requiere de datos de campo necesarios para la determinación y otros aspectos de
tipo ecológico o para la colección donde se integran los ejemplares, estos se presentan en la ficha
ecológica que se te muestra a continuación:
41

MANUAL BOTÁNICA I FAC. BIOLOGÍA
Localidad:
Coordenadas:
FICHA ECOLÓGICA
Fecha: hora de colecta:
Número de colecta: Nombre del colector (nunca iniciales):
Tipo de sustrato:
Abundancia relativa: ( )
RARA 1
COMÚN 2
ABUNDANTE 3
Con reproductores ( )
Sin reproductores ( )
Asociada con:
Textura: Lisa ( ) Áspera ( )
Consistencia: Rígida ( ) Fláccida ( )
Cartilaginosa ( ) Mucilaginosa ( )
Color:
OBSERVACIONES:
Disposición al oleaje (directa o indirecta):
VARIABLES AMBIENTALES:
Profundidad: OD:
Transparencia: Amonio:
T°C: Nitritos:
S‰: Nitratos:
pH: Fosfatos:
Tipo de vida:
epífito ( ) epilítico ( ) epixilótico ( )
epizoico ( ) Otro (especificar): _______________
erecto (....) postrado ( )
solitario ( ) agregado ( )
filamentoso ( ) laminar ( ) cilíndrico ( )
Otro (especificar): ____________________________
_____________________________________________
Tipo de sitio donde se encontró (cubeta de marea,
canal de marea, hondonada, etc.)
Los datos que contiene la ficha ecológica también deberán de anotarse en la libreta de campo, en
la misma se incluirá una descripción detallada de la disposición de las algas en su entorno
general, así como los participantes en dicha colecta.
Es conveniente que las hojas que contengan las fichas ecológicas sean colocadas sobre una tabla
de plástico o acrílico para facilitar su manejo y escritura, además dentro de una bolsa de plástico
para su protección.
42

MANUAL BOTÁNICA I FAC. BIOLOGÍA
1.1.6. LIMPIEZA Y FIJACIÓN DE LAS ALGAS
Ya en el lugar de operaciones primeramente se deberán limpiar los ejemplares de algas sobre una
charola (Fig. 32), eliminando de las mismas todos los organismos animales, los cuales deberán de
depositarse en frasquitos por separado perfectamente etiquetados y fijados con alcohol al 70%,
además de los elementos de sustrato no deseados como arena, roca, madera, etc.
Figura 32. Limpieza de las algas bentónicas
Una vez que se han limpiado los ejemplares se procede a separar por grupos de algas (rojas, cafés
o pardas, verdes), de una misma zona y/o sustrato, siempre de una misma localidad, las que son
colocadas en bolsas de plástico con sus correspondientes etiquetas de papel herculene o albanene,
en dichas etiquetas se escribirán los siguientes datos: Número de colecta, Localidad, Fecha, Hora
y colectores (Fig. 33).
Figura 33. Separación de las algas bentónicas
Todos los ejemplares colectados se fijarán a una concentración final de formol al 5% con agua de
mar, a cada una de las bolsas se le agregará la cantidad suficiente del fijador para cubrir el
material, es importante que a las algas verdes se le agregue acetato de cobre con la punta de una
aguja. Todo el material se depositara en una bolsa de plástico negra la cual se coloca dentro de
una cubeta y se tapa (Fig. 34). Las algas se mantienen en el fijador un periodo de 12 horas y de
esta manera son transportadas al laboratorio donde se llevará a cabo su posterior procesamiento.
43

MANUAL BOTÁNICA I FAC. BIOLOGÍA
1.1.7. MATERIALES Y EQUIPO
Material por Sección
- Cubeta de plástico de 19 litros con tapadera
- 1 kilogramo de bolsas de plástico de 30 x 40 cm
- 6 bolsas grandes de plástico grueso para basura de color negro.
- Una bolsa de ligas chicas
- Una cuerda de 30 m
Material por Equipo
- Martillo o cincel
- Un plumón grueso de tinta permanente resistente al agua
- Etiquetas de colgar de papel herculene o albanene grueso
- Seis pinceles
- Block de hojas tamaño carta de raya
Material Individual
Figura 34. Transportación de las algas bentónicas
- Libreta o diario de campo
- Lápiz número 2 o HB
- Navaja, cuchillo o espátula
- Lupa de mano
- Un par de tenis para utilizar en el agua
- Protector solar
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MANUAL BOTÁNICA I FAC. BIOLOGÍA
- Chaleco salvavidas (opcional)
- Equipo para buceo libre (visor, snorker y aletas) (opcional)
7.4. Material General (llevado por los maestros)
- Probetas de plástico
- Charolas
- Pinzas y agujas de disección
- Frasquitos
- Formol neutralizado con bórax
- Acetato de cobre
- Termómetro
- Papel indicador de pH
- Salinómetro
- Kit para nutrientes
- Winkler para OD
1.1.8. ACTVIDADES EXTRAS
Cada equipo hará entrega de un reporte diario, el cual deberá contar con los siguientes aspectos:
a) Descripción detallada de las áreas de colecta
- Nombre de la localidad, fecha y hora de colecta
- Tipo de playa
- Geología (rocas predominantes)
- Hidrología: posibles escurrimientos de la parte continental, presencia o ausencia de
lagunas o esteros, variables ambientales (temperatura del aire y agua, pH, salinidad, OD,
nutrientes, nubosidad, dirección y velocidad del viento, tipo de oleaje, tipo de marea en el
momento de colecta y la general para la región)
- Tipos de suelos predominantes
- Tipo de arena y su posible origen
- Tipo climático
- Tipo de vegetación terrestre
- Posible fauna asociada (terrestre y acuática)
- Influencia humana: presencia o ausencia de zonas urbanas y tipo, presencia o ausencia
de contaminantes (basura, derrame de líquidos, etc.), agricultura, ganadería, pesca, turismo, entre
otros
b) Descripción detallada de la disposición de los conjuntos de algas, incluyendo la dominancia de
las divisiones por franjas y dominantes fisonómicos de las algas.
c) Listado genérico y/o específico de algas colectadas.
d) Listado por grupos de zoobentos encontrado entre las algas.
45

MANUAL BOTÁNICA I FAC. BIOLOGÍA
1.2. ALGAS DULCEACUÍCOLAS
1.2.1. MICROALGAS FITOPLANCTÓNICAS
Las algas de agua dulcen que se van a estudiar en el curso de Botánica I corresponden
básicamente a la división Chlorophyta (algas verdes), aunque podemos llegar a encontrar
elementos de la división Rhodophyta.
La mayoría de éstas algas se encuentran en el fitoplancton y para su captura requerimos de redes
cónicas que pueden ser de arrastre o de cuchara (Fig. 35).
a) Red de arrastre
b) Red de Cuchara
Figura 35. Redes cónicas para colecta de fitoplancton
El arrastre puede ser horizontal ya sea en línea recta, Zig-Zag o circular (Fig. 36), o vertical para
lo cual a la red se le coloca una plomada, ya sea en el aro mayor o en la unión de los cabos,
bajándose a una profundidad generalmente definida por la transparencia del sistema y efectuando
un movimiento diagonal del fondo hacia arriba (Fig. 37).
Figura 36. Colecta por arrastre horizontal mediante lancha con motor fuera de borda
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MANUAL BOTÁNICA I FAC. BIOLOGÍA
Figura 37. Colecta por Arrastre Vertical con Lancha de Motor
Cuando los sistemas son muy someros entonces se recomienda la utilización de redes cónicas
pequeñas, ya sean para arrastre o de cuchara. La colecta se puede realizar de dos formas: a)
Utilizando una cubeta con la cual se vierten arriba de 100 l de agua por la red, y b) Con la red de
cuchara se llevan a cabo arrastres en un tiempo aproximado de cinco minutos, puede hacerse una
variante de este método en el cual se hacen arrastres cortos y después se agita la red y se vuelve a
arrastrar, hasta obtener un concentrado más o menos grande de la muestra (Fig. 38) este muestreo
se conoce como estacionario.
a) Muestreo estacionario con
red de arrastre
a) Muestreo estacionario con
red de cuchara
Figura 38. Muestreo estacionario para sistemas someros
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MANUAL BOTÁNICA I FAC. BIOLOGÍA
Independientemente del método utilizado, las muestras se pueden transportar al laboratorio de
dos formas: 1) Fijadas con formol al 4% y 2) En vivo a bajas temperaturas para evitar la
degradación natural, es preferible hacerlo de las dos formas, máxime si se van a utilizar en los
microcultivos o en la determinación de las especies, por lo que es conveniente verlos en vivo.
1.2.2. MICROALGAS DEL PERIFITON
El perifiton se caracteriza como una derivación del bentos, es decir, son organismos que se
encuentran fijos o entorno a diversos sustratos, de acuerdo a esto se clasifican en:
a) EPIFITOS, aquellos que viven sobre las plantas y sus raíces.
b) EPIXILÓTICOS las que se localizan sobre la madera muerta.
c) EPILÍTICOS o las relacionadas con rocas o concretos prefabricados, así como metales o
vidrio.
d) EPIZOICOS ubicadas sobre organismos animales, por ejemplo: conchas, carapachos de
tortugas, etc.
e) ENDOZOICOS que se encuentran dentro de las conchas, caracoles, carapachos, recto de larvas
de insectos, etc.
f) EPISÁMICOS, que viven sobre la superficie del fondo lodoso.
Algunos organismos se encuentran relacionados con sustratos que el humano a introducido en los
ecosistemas, es el caso de pedazos de tela, plásticos, PVC, entre otros, en este sentido nos
referimos al nombre directo del sustrato.
La colecta del perifiton, se lleva a cabo en los diferentes sustratos, las muestras se obtienen
raspando la superficie de los mismos, utilizando para ello un cuchillo, navaja o espátula para
aquellos sustratos duros, o bien un cepillo de dientes para los suaves, en este último caso el
raspado se realiza de manera circular, algunos sustratos como plantas acuáticas pueden ser
exprimidos suavemente dentro de una bolsa de plástico o frasco (Fig. 39).
Figura 39. Muestreo del Perifiton
48

MANUAL BOTÁNICA I FAC. BIOLOGÍA
Las muestras así obtenidas son colocadas en bolsas o frascos de plástico, uno por cada sustrato,
las cuales pueden ser transportadas en vivo o fijadas con una solución final de formol al 4 %.
Independientemente del gremio que se pretenda colectar, las muestras deberán de portar una
etiqueta de papel herculene o albanene grueso en la cual se escribirán con lápiz los datos que se
muestran en los siguientes ejemplos:
Localidad: _________________ Municipio: ________________
Fecha _______________ Hora de colecta _________________
Coordenadas: _______________________________________
___________________________________________________
Plancton:
Tipo de colector: _____________________________________
Tiempo de muestreo: _________________________________
Cantidad del Concentrado: _____________________________
Fijador: ____________________________________________
Nombre del colector: __________________________________
Etiqueta para fitoplancton
Localidad: _________________ Municipio: ________________
Fecha _______________ Hora de colecta _________________
Coordenadas: _______________________________________
___________________________________________________
Perifiton:
Tipo de sustrato: _____________________________________
Color de la muestra: __________________________________
Dimensiones de cuadro: _______________________________
Fijador: ____________________________________________
Nombre del colector: __________________________________
Etiqueta para perifiton
Figura 22. Etiquetas para Muestras de Plancton y Perifiton
La etiqueta deberá de colocarse pegada por fuera en caso del plancton, y dentro del frasco o bolsa
para muestras de perifiton, es conveniente que los mismos datos se coloquen por fuera del frasco
mediante marcador de tinta permanente resistente al agua, además los mismos datos se anotaran
en la libreta de campo.
Al igual que en el caso de las algas marinas, la colecta de las algas dulceacuícolas requiere de una
ficha ecológica, el ejemplo de la misma se encuentra en la página 20.
49

MANUAL BOTÁNICA I FAC. BIOLOGÍA
1. INTRODUCCIÓN
PRÁCTICA N° 4
COLECTA DE BRIOFITAS Y GRUPOS AFINES
La determinación y montaje para colecciones científicas de cualquier organismo o conjuntos de
ellos, tiene como base una colecta adecuada, es decir, si en campo no recopilamos la información
básica para el estudio y análisis de las comunidades biológicas, corremos el riesgo de que el
trabajo en el laboratorio sea infructuoso.
Un buen muestreo requiere de datos de campo precisos, que nos permitan ubicar el entorno de los
organismos, la localización exacta y observaciones en vivo de los mismos; el trabajo de campo,
además de resultar apasionante nos permite disfrutar de la naturaleza, desarrollar nuestros
sentidos (olfato, oído y la vista). Los más mínimos detalles por intrascendentes que nos parezcan
deberán de ser anotados en nuestras libretas de campo, aspectos importantes como: las
coloraciones en vivo, la textura, las asociaciones, el tipo de sustrato, etc., son elementos
indispensables que no deben ser pasados por alto.
En el caso de las briofitas (hepáticas, antoceros y musgos), el tipo de sustrato es una de las
características importantes a considerar, en este sentido los podemos ubicar en los siguientes
sitios:
a) en madera: EPIXILÓTICOS
b) sobre otras plantas EPÍFITOS
c) sobre rocas, ladrillos y concretos: EPILÍTICOS
d) sobre suelos EDÁFICAS
Así mismo, la forma de crecimiento que estos organismos presentan, también es necesario
anotarlo, existen dos formas básicas: postrada o rampante y erecta (Fig. 57).
Postrado o rampante
Epífito
Figura 57. Tipos de crecimiento y sustrato
Erecto
Epilítico
50

MANUAL BOTÁNICA I FAC. BIOLOGÍA
Un detalle que resulta de gran importancia son las estructuras reproductoras, tanto asexuales
como sexuales, al colectar el material, debemos de asegurarnos que éstas se encuentran presentes
(esporofito, cápsulas, gametóforos, esporóforos, etc.), (Fig. 58).
Hepática Antocero Musgo
conceptáculos
Esporofitos
En ocasiones el conjunto de estructuras reproductoras sexuales no son evidentes, como es el caso
de los musgos, bajo esta situación debemos considerar la coloración de las hojitas del extremo
apical (periquecio) de las ramitas, ya que si ésta es de tonos obscuros, sería un buen indicador de
la presencia de dichas estructuras (Fig. 59).
Ramas periqueciales
Gametóforos
Figura 59. Ramas con gametangios
Figura 58. Briofitas con estructuras
reproductoras
51

MANUAL BOTÁNICA I FAC. BIOLOGÍA
2. OBJETIVOS
- Que el alumno conozca las técnicas de colecta para los grupos briofíticos.
- Que el alumno asimile los métodos para la preparación, conservación y documentación de los
ejemplares colectados.
- Analizar y describir las principales características de los sitios de muestreo, así como de los
ejemplares.
3. MATERIALES
Libreta de campo y lápiz; etiquetas de colgar; papel periódico o bolsas de papel encerado o
estraza; cuchillo de campo, navaja o espátula; morral o mochila.
4. DESARROLLO DE LA PRÁCTICA
4.1. Toma de datos de campo:
Localidad Colindancias
Fecha Hora de colecta
Altitud Presión atmosférica
Tipo de vegetación Presencia o ausencia de cuerpos de agua (tipos)
4.2. Colecta de ejemplares
a) Antes de colectar los ejemplares se tendrán que anotar en la libreta de campo los siguientes
datos de las muestras:
Tipo de sustrato Forma de crecimiento
Color del ejemplar Estructuras reproductoras evidentes
Abundancia relativa: RARA (un solo manchón pequeño), COMÚN (de 2 a 5 manchones de
pequeños a medianos) y ABUNDANTE (más de 5 manchones de medianos a grandes).
4.3. Colecta de ejemplares
a) Sólo se colectará un pequeño manchón (3 cm² como máximo), de especies diferentes (Fig. 60).
Figura 60. Colecta de ejemplares y tamaño de la muestra
52

MANUAL BOTÁNICA I FAC. BIOLOGÍA
b) Los ejemplares deberán de contener las estructuras reproductoras.
c) Una vez retirada la muestra del sustrato, si éste último es suelo se tendrá que quitar con mucho
cuidado de la base de los ejemplares(Fig. 61).
d) Aquellos ejemplares que sean muy raros no se colectarán, únicamente se tomaran sus datos y
se le tomará una fotografía.
e) Conservación de los ejemplares.
Figura 61. Eliminación de sustrato terroso
f) Cada ejemplar colectado deberá de etiquetarse agregando los datos del área, su número de
colecta y el nombre del colector en una etiqueta de colgar, no escribir iniciales (Fig. 62).
Figura 62. Etiquetado de ejemplares colectados
g) Estos ejemplares se colocarán en bolsas de papel periódico, éstos últimos se fabrican de la
siguiente manera (Figs. 63a-63d):
- A partir de una hoja de papel periódico se recorta un cuadro dependiendo del tamaño de los
ejemplares
1°. Se dobla dejando un extremo ligeramente más grande que otro
2°. Los lados son doblados hacia adentro para formar una bolsa o sobre de papel
53

MANUAL BOTÁNICA I FAC. BIOLOGÍA
3°. Finalmente el ejemplar es colocado dentro de la bolsa o sobre y este se cierra, para ponerse en
el morral o mochila.
d)
a)
Pestaña
Pestaña
bolsa o sobre de papel periódico
Figura 63. Elaboración de Sobres para Guardar Ejemplares
o bien dentro de bolsas de papel encerado o de estraza, colocando por fuera el número de colecta.
b)
c)
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MANUAL BOTÁNICA I FAC. BIOLOGÍA
Una vez regresado a la ciudad los sobres deberán de ser abiertos y colocados en un área
ventilada, cambiando los sobres cuantas veces sea necesario hasta que las muestras se sequen
(NO DEBEN SECARSE DIRECTO AL SOL, YA QUE ESTO DETERIORA EL
MATERIAL). Recuerda colocar el número de colecta en cada bolsa o sobre nuevo.
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MANUAL BOTÁNICA I FAC. BIOLOGÍA
1. INTRODUCCIÓN
PRACTICA No 5
MORFOLOGÍA DE LAS ALGAS
Las algas pueden definirse como el grupo de plantas no vasculares (carecen de raíz, tallo y hojas
verdaderas), que presentan clorofila para realizar la fotosíntesis de la cual liberan oxígeno, sus
estructuras reproductoras son unicelulares (gametocistos o gametangios y esporocistos o
esporangios), en lo general éstas no se encuentran protegidas por capas de células estériles. Estos
organismos pueden ser localizados en casi todos los ecosistemas (aéreos, terrestres y acuáticos,
biológicamente son importantes por ser productores primarios, es decir, son la base de las tramas
alimentarias, principalmente en los ecosistemas acuáticos; en tanto que su importancia económica
esta dada por que algunas son cultivadas y otras sirven de alimento humano o para extraer
compuestos de uso industrial.
Morfológicamente las algas pueden dividirse en varios tipos con relación al aspecto de su talo,
configuración que incluso ha sido utilizada para establecer las diferentes líneas evolutivas, ya que
este es un grupo filofenético, en otras palabras, las algas comparten las formas morfológicas
básicas (unicelulares, coloniales, filamentosas y de estructura compleja), las relaciones que se
establecen entre los grupos son a partir de semejanzas en su forma de vida y su grado de
complejidad morfológica por convergencias ecológicas y evolutivas, sin que esto implique
relaciones de parentesco (González, 1994).
1.2. NIVELES DE ORGANIZACIÓN DE LAS ALGAS (MORFOLOGIA INTERNA)
González (Op. Cit.), menciona que “...El grado de complejidad estructural y funcional se
denomina nivel de organización, que es un estatus morfofisiológico de la forma de expresión de
una especie o grupos de especies. Todos los pasos de un nivel de organización inferior a otro
inmediatamente superior están ligados a la presencia de una nueva propiedad o adquisición de
una capacidad importante, lo que tiene por consecuencia una modificación fundamental en la
estructura y en la forma de vida...”
El anterior patrón permite tener un criterio de orden para sistematizar a la diversidad algal, en
estos términos se pueden subdividir a las algas en dos grandes grupos PROTOFITAS Y
TALOFITAS (Tabla 1).
PROTOFITAS: algas cuyo cuerpo se encuentra constituido por una sola célula y cuya forma
primaria es la esfera; la misma desempeña todas las funciones básicas de los seres vivos.
TALOFITAS: la estructura fundamental es un cuerpo formado por una masa de células con poca
diferenciación a lo cual se le llama TALO, el mismo en la mayoría de los casos carece de tejidos
bien estructurados (seudotejidos).
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MANUAL BOTÁNICA I FAC. BIOLOGÍA
Tabla 1. Niveles de Organización de las Algas (González, 1994)
GRUPO BASE SUBGRUPO CARACTERIZACIÓN
Procariontes Células sin membranas internas que delimiten los organelos, pueden
PROTOFITAS
presentar zonas o regiones como son: nucleoide o centroplasma y
cromoplasma o zona de pigmentación (no se presentan elementos
en el reino plantae).
Eucariontes Las células presentan membranas internas que delimitan
Cenobiales
perfectamente a todos los organelos (se presentan elementos tanto
del reino protista como del plantae) (Fig. 10).
Talo constituido por un agregado celular en forma esférica, cilíndrica
o filamentosa, etc. El conjunto esta rodeado por una matriz gelatinosa
(mucilago) común (CENOBIO), es pues una asociación de talofitos
TALOFITAS
que duran una sola generación (todos mueren simultáneamente a
diferencia de la colonia) y los elementos descienden de una misma
célula madre (Fig. 11).
Plasmodiales Constituidos por una masa protoplasmática multinucleada, carente de
paredes celulares (PLASMODIO), se originan por la división del
núcleo, sin haber formación de membranas o por fusión de varias
células que se reúnen y pierden sus membranas (no se encuentran
elementos en el reino plantae).
Cenocíticas* Talo constituido por una masa protoplasmática multinucleada en
forma de tubo o sifón (CENOCITO), que resulta de diversas
divisiones nucleares sin que haya división citoplasmática, las paredes
transversales solo se forman para dar lugar a las estructuras
reproductoras (Fig. 12).
Coloniales Los talos están conformados por agrupaciones celulares en las cuales
se presenta división del trabajo, es decir, no todas las células realizan
el conjunto de las funciones del organismo, sino existen células
especializadas en funciones determinadas, asociación de talófitos en
la que las células proceden todas de una sola célula madre, similar a
los cenobios pero más permanentes y en la que se suceden las
generaciones. (Fig. 13):
CONSORCIOS, la agregación se lleva a cabo después de que se
originan las células.
COLONIAS VERDADERAS, la agregación se realiza desde el
momento del origen de las células.
Filamentosas Considerando como verdaderos talos multicelulares, siendo el
resultado de la división sucesiva de una sola célula a partir del cual se
derivan células íntimamente unidas con membranas celulares
compartidas, pueden ser simples o ramificados. (Fig. 14).
Seudoparenquimatosas Es una derivación compleja de los filamentosos, en este tipo de talos
esta formado por falsos tejidos, siendo resultado de una abundante
ramificación, entrelazamiento, compactación o hasta fusión de los
filamentos (Fig. 15).
Parenquimatosas Talos formados de tejidos verdaderos muy primitivos, los que se
originan por la actividad de una célula apical, dando lugar a células
firmemente unidas entre sí y que forman (por divisiones sucesivas y
crecimiento celular), una masa tridimensional (Fig. 16).
* Algunos autores manejan las multinucleadas como: sifonadas sin paredes trasversales y
cenocíticas con paredes trasversales, en ambos casos con formación de paredes para dar lugar a
estructuras reproductoras.
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Rhodella sp.
Hydrodyction sp. Coelastrum sp.
Cladophora sp.
cenocítica
Chlamydomonas sp. Pyramimonas sp.
Figura 10. Protofitas Eucariontes
Figura 11. Talofitas Cenobiales
Figura 12. Talofitas multinucleadas
Codium sp.
sifonada
Pediastrum sp.
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Chlorella sp.
consorcio
Hypnea sp.
corticada
Oocystis sp.
colonia verdadera
Figura 13. Talofitas Coloniales
Enteromorpha sp.
distromática
Figura 15. Talofita Seudoparenquimatosas
Volvox sp.
colonia verdadera
Oedogonium sp.
Chaetophora sp.
(Filamento simple)
(Filamento ramificado)
Figura 14. Talofitas Filamentosas
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Amphiroa sp.
corticada geniculada
Chnoospora sp.
corticada
Figura 16. Talofitas parenquimatosas
1.3. NIVELES DE ORGANIZACIÓN (MORFOLOGIA EXTERNA)
La morfología externa no es más que la expresión de la organización celular, ésta se manifiesta
de diferentes formas las cuales se describen a continuación.
a) Filamentosas, producto de la división celular unidireccional (Fig. 17).
Polysiphonia sp. Ectocarpus sp. Chlorodesmis sp.
Alga roja Alga parda Alga verde
Figura 17. Talofitas filamentosas
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b) Laminar, son algas aplanadas que puede presentar arreglos morfológicos externos más
complejos, resultado de la fusión de filamentos(Fig.18).
Gymnogongrus sp. Dictyota sp. Ulva sp.
Alga roja Alga parda Algas verdes
Figura 18. Morfología externa laminar
d) Cilíndrica, es el tipo morfológico externo más común y variado, generalmente corresponde a
un arreglo interno corticado, otras corresponden a manifestaciones externas de conjuntos
celulares sifonados y seudoparenquimatosos (Fig. 19).
Hypnea sp. Chnoospora sp. Codium sp.
Alga roja Alga parda Alga verde
Figura 19. Morfología externa cilíndrica
e) Incrustánte, corresponde a un grupo de algas que se manifiestan en forma de costras, son
producto de diversos arreglos filamentosos postrados, la mayoría pertenecen a las algas rojas
calcáreas (Fig. 20).
Lithothamnion sp. Ralfsia sp.
Alga roja Alga parda
Figura 20. Morfología externa incrustante
61

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1.4. TIPOS DE CRECIMIENTO
La mayor parte de las algas desarrollan ramificaciones que están ligadas al crecimiento del
organismo, entre los cuales se encuentra:
a) Crecimiento simple, en su mayoría crecen en sentido monopodial, cuando la célula terminal
del eje central (o de una rama) permanece y continúa su desarrollo, en este caso el crecimiento de
las ramificaciones presenta diferentes disposiciones de las ramillas secundarias: dicotómicas,
pinnadas alternas, pinnadas opuestas, verticiladas, crecimiento irregular y pectinado o secundario
(Fig. 21).
A) Simple; B) Dicotómico; C) Pinnado alterno; D) Pinnado opuesto
E) Verticilado; F) Irregular alterno; G) Pectinado; H) Bipinnado
Figura 21. Crecimiento simple y monopodial
Existe un segundo tipo de crecimiento, el simpodial, cuando la célula terminal del eje central (o
de una rama) muere sistemáticamente y es una célula lateral o un conjunto lateral los que retoman
el crecimiento a partir del cual se forman varios ejes o bien en un solo eje se presentan
ramificaciones de tipo irregular (Fig.22).
Ramificaciones en varios ejes Ramificaciones irregulares
en un solo eje
Figura 22. Crecimiento simpodial
62

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2. OBJETIVO
- Observar y diferenciar los tipos morfológicos de las algas del Reino Plantae.
3. MATERIALES Y EQUIPOS
Microscopio compuesto Mechero bunsen o de alcohol
Microscopio estereoscópico Azul de crecil
Cajas de petri
Porta y cubreobjetos Carmín acético
Pinzas y agujas de disección Lugol
Navaja para rasurar nueva Papel seda
Goteros Papel higiénico
MATERIAL BIOLÓGICO: Algas de las divisiones Rhodophyta,
Phaeophyta y Chlorophyta
4. DESARROLLO DE LA PRÁCTICA
4.1. Protofitas Eucariotas
MATERIAL BIOLÓGICO: Chlamydomonas sp.
TÉCNICA
a)Colocar una gota de muestra que contenga ejemplares del género en un portaobjetos, agregue
una o dos gotas de azul de crecil, coloque el cubreobjetos y deje reposar por un minuto.
b) De ser necesario quite el exceso de colorante con una punta del papel higiénico y observe al
microscopio con objetivos de 10X para ubicar los organismos, utilice el objetivo de 40X para ver
más detalles o bien coloque una pequeña gota de aceite de inmersión y observe con el objetivo de
100X.
REALICE ESQUEMAS Y COLOQUE LOS NOMBRES DE CADA ESTRUCTURA
OBSERVADA
4.2. Talofitas Cenobiales
MATERIAL BIOLÓGICO: Chlorella sp., Chlorococcum sp., o Dictyosphaerium sp. y
Pediastrum sp.
TÉCNICA
a) Colocar una gota de muestra que contengan ejemplares de los géneros arriba mencionados en
un portaobjetos, agregue una o dos gotas de azul de crecil, coloque el cubreobjetos y deje reposar
por un minuto.
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b) De ser necesario quite el exceso de colorante con una punta del papel higiénico y observe al
microscopio con objetivos de 10X para ubicar los organismos, utilice el objetivo de 40X para ver
más detalles o bien coloque una pequeña una pequeña gota de aceite de inmersión y observe con
el objetivo de 100X.
REALICE ESQUEMAS Y COLOQUE LOS NOMBRES DE CADA ESTRUCTURA
OBSERVADA
4.3. Talofitas Cenocíticas
MATERIAL BIOLÓGICO: Cladophora sp.(cenocítica), y Caulerpa sp. (sifonada)
TÉCNICA
a) coloque en portaobjetos separados cada uno de los ejemplares mencionados, agregue Carmín
acético suficiente para cubrir la muestra.
b) Pase los portaobjetos por la flama del mechero y caliente sin que llegue a hervir la muestra
hasta que quede espesa.
c) Una vez enfriado el material agregue gotas de agua suficientes para cubrir la muestra, coloque
el cubreobjetos y observe en el microscopio compuesto.
REALICE ESQUEMAS Y COLOQUE LOS NOMBRES DE CADA ESTRUCTURA
OBSERVADA
4.4. Talofitas Coloniales
MATERIAL BIOLÓGICO: Pleodorina sp.
TÉCNICA
a) En portaobjetos separados coloque gotas de muestra que contengan ejemplares del género
mencionado, agrégueles una gota de azul de crecil y ponga el cubreobjetos, quite de ser necesario
el exceso de muestra con una punta de papel higiénico.
b) Observe las muestras en el microscopio con objetivos de 10X para ubicar los organismos,
utilice el objetivo de 40X para ver más detalles o bien coloque una pequeña gota de aceite de
inmersión y observe con el objetivo de 100X.
REALICE ESQUEMAS Y COLOQUE LOS NOMBRES DE CADA ESTRUCTURA
OBSERVADA
4.5. Talofitas filamentosas
MATERIAL BIOLÓGICO: Ectocarpus sp., Spirogyra sp., Batrachospermum sp.
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MANUAL BOTÁNICA I FAC. BIOLOGÍA
TÉCNICA
a) Mediante las pinzas de disección coloque algunos filamentos sobre un portaobjetos de cada
género mencionado, extienda bien cada muestra ayudándose de las agujas de disección.
b) Agregue azul de crecil suficiente para cubrir la muestra, deje reposar por un minuto y coloque
los cubreobjetos, de ser necesario quite el exceso de muestra mediante la punta de un pedazo de
papel higiénico.
c) Observe las muestras en el microscopio con objetivos de 10X para ubicar los organismos,
utilice el objetivo de 40X para ver más detalles o bien coloque una pequeña gota de aceite de
inmersión y observe con el objetivo de 100X.
REALICE ESQUEMAS Y COLOQUE LOS NOMBRES DE CADA ESTRUCTURA
OBSERVADA
4.6. Talofitas Seudoparenquimatosas
MATERIAL BIOLÓGICO: Hypnea sp., Prasiola sp. y Ulva sp.
TÉCNICA
a) En portaobjetos separados realice cortes finos transversales de Hypnea sp., en tanto que de
Prasiola sp. y Ulva sp., realice cortes de la lámina colóquelos en portaobjetos separados y
agregue azul de crecil suficiente para cubrir cada una de las muestras y deje reposar por un
minuto.
b) Coloque el cubreobjetos y de ser necesario quite el exceso de muestra mediante la punta de un
pedazo de papel higiénico, observe en el microscopio compuesto.
REALICE ESQUEMAS Y COLOQUE LOS NOMBRES DE CADA ESTRUCTURA
OBSERVADA
4.7. Talofitas Parenquimatosas
MATERIAL BIOLÓGICO: Amphiroa sp., Chnoospora sp., Sargassum sp. y Macrocystis sp.
TÉCNICA
a) Coloque muestras de Amphiroa sp. en una caja de petri y agregue ácido clorhídrico 1:1
suficiente para cubrir toda la muestra, deje reposar aproximadamente por 15 minutos, hasta que
se descalcifique.
b) En portaobjetos separados realice cortes finos transversales de Amphiroa sp., y de Chnoospora
sp., colóquelos en portaobjetos por separado y agregue azul de crecil suficiente para cubrir cada
una de las muestras y deje reposar por un minuto.
65

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c) Coloque el cubreobjetos y de ser necesario quite el exceso de muestra mediante la punta de un
pedazo de papel higiénico, observe en el microscopio compuesto.
d) Realice cortes muy finos longitudinales y trasversales del estipe de Sargassum sp. Colóquelos
en portaobjetos separados, agregue gotas de azul de crecil suficiente para cubrir cada una de las
muestras y deje reposar por un minuto.
e) Coloque el cubreobjetos y de ser necesario quite el exceso de muestra mediante la punta de un
pedazo de papel higiénico, observe en el microscopio compuesto.
f) Utilice una muestra semipermanente de Macrocystis sp. para observar al microscopio.
REALICE ESQUEMAS Y COLOQUE LOS NOMBRES DE CADA ESTRUCTURA
OBSERVADA
5. CUESTIONARIO
1. Llene el cuadro comparativo de los géneros observados que se presenta a continuación.
2. ¿Qué diferencias existen entre el crecimiento intercalar y el apical.
3. De acuerdo al desarrollo de las ramificaciones describa cuantos tipos de talos existen.
4. Realice una clave dicotómica artificial tomando en cuenta los tipos morfológicos observados.
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GENEROS ORGANIZACIÓN
CELULAR
Chlamydomonas sp.
Chlorella sp.
Chlorococcum sp.,
Dictyosphaerium sp.
Pediastrum sp.
Cladophora sp.
Caulerpa sp.
Pleodorina sp.
Ectocarpus sp.
Spirogyra sp.
Batrachospermum sp.
Hypnea sp.
Prasiola sp.
Ulva sp.
Amphiroa sp.
Chnoospora sp.
TIPO DE
CRECIMIENTO
TIPOS DE
CÉLULAS
FORMA DE
TALO
ESTRUCTURAS ESPECIALES
(tipo de estípe, filoides, rizoide, aerocistos, etc)
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Sargassum sp
Macrocystis sp.
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PRÁCTICA 6.
LOS GRUPOS DE ALGAS: HETEROKONTOPHYTA
(PHAEOPHYCEAE Algas cafés), RHODOPHYTA (Algas rojas) Y CHLOROPHYTA (Algas
verdes)
1. INTRODUCCIÓN
1.1. Citología
HETEROKONTOPHYTA (PHAEOPHYCEAE (algas pardas)
Es un grupo en el que se encuentran las algas mas complejas; poseen clorofilas a y c, y
carotenos, abundantes xantofilas de las que destacan la fucoxantina (además de la flavoxantina y
violaxantina), estos pigmentos son los que proporcionan la coloración café o parda a esta
división; las sustancias de reserva se almacenan como un carbohidrato llamado laminarina,
aunque también puede existir manitol y a veces grasas.
Presentan células uninucleadas, cloroplastos grandes y algunos laminados o estrellados o bien
pequeños numerosos y discoidales; la mayoría contiene pirenoides y en las especies intermareales
existen vesículas con subproductos polifenólicos de la fotosíntesis a las cuales se les llama
FISODOS, CUERPOS FISOIDES o GRANULOS DE FUCOSAN, (Fig. 89).
Físodos
Cloroplasto
Plasmodesmos
P
Aparato de Golgi
AP
C
Figura 89. Célula epidérmica de una alga parda (Dawes, 1986)
La pared celular esta constituida de celulosa y ficocoloides como la algina y fucoidina, en
algunos de ellos se deposita externamente Carbonato de Calcio. Ninguna alga café es móvil, sin
embargo en todas se presentan gametos flagelados, estos últimos se encuentran insertados
lateralmente, el flagelo tipo látigo (liso o acronemático), es más largo y se desplaza hacia la parte
N
Núcleo
69

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posterior, mientras que el pinnado (piloso o pantonemático) es a la inversa hacia la parte anterior,
la forma general de los gametos es de piriforme a reniforme.
1.2. Morfología
Los talos en estas algas presentan una organización morfológica que va desde filamentosos
simples o ramificados heterótricos, hasta los más complejos que semejan estructuras y órganos
parenquimatosos, los mismos se presentan a continuación:
a) Filamentosos heterótricos, ramificados y uniseriados, como es el caso de Ectocarpus sp. (Fig.
90).
Figura 90. Tipo filamentoso ramificado (Ectocarpus sp.)
b) Filamentos Heterótricos agregados, ligeramente ramificados (incrustantes) y de forma
discoidal, es el caso de Ralfsia sp. (Fig. 3).
Fase incrustante
Aspecto general
Figura 3. Tipo filamentoso agregado, incrustante y discoidal (Ralfsia sp.)
Filamentos erectos
Corte transversal
70

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c) Multiaxiales parenquimatosos, son aquellos en los que no se existen espacios intercelulares y
pueden dar origen a estructuras altamente diferenciadas, presentan una serie de células
comparables a la epidermis seguidas de células corticales y estas de células medulares largas a
manera de hifas. Los mismos se diferencian en:
Multiaxial cilíndrico sólo se presentan ramas generalmente dicotómicas, cuya base es un
disco de fijación (Fig. 4).
Aspecto general
Multiaxiales laminares: generalmente se refiere a talos con grupos de células organizadas,
cuyo crecimiento esta dado por una célula apical, presentan una sola capa de células medulares, a
ambos lados de la misma se desarrolla otra capa de células corticales con cloroplastos, existe un
disco de fijación, (Fig. 5 y 6).
Aspecto general
Corte longitudinal
Células apicales
Parte apical
“Epidermis”
(Células corticales)
Células
medulares
Figura 4. Multiaxial parenquimatoso cilíndrico (Chnoospora sp.)
Células corticales
Corte transversal
Figura 5. Multiaxial parenquimatoso laminar acintado (Dictyota sp.)
Cortes transversales
Células medulares
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Flabelo
Disco de fijación
Complejos: aquí se ubican los organismos altamente diferenciados, en cuanto a estructuras,
además de una variada organización celular, cuentan con filidios o laminillas (hojas no
verdaderas), estipe y discos de fijación, algunos pueden poseer estructuras que les permiten
mantenerse a flote, los llamados neumatocistos, aerocistos o vesículas de aire (Fig. 7).
Durvillaea sp.
Margen apical
Células corticales
Células medulares
Corte longitudinal
parte media
Figura 6. Multiaxial parenquimatoso laminar flabelado (Padina sp.)
Láminas o
filidios
Aerocistos
Estípe
Disco de fijación
“grampón”
Figura 7. Complejos parenquimatosos Durvillaea sp.
y Macrocystis sp.
Macrocystis sp.
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En este grupo la estructura anatómica suele ser más compleja que en cualquier otro grupo de
algas, en el estipe y la lamina se presenta, en la parte externa un tejido corticado constituido por
células pequeñas con cloroplastos, al que le sigue un conjunto de células de físodos, en el centro
se pueden observar grandes células que constituyen la médula, éstas se observan a manera de
grandes filamentos longitudinales o entrelazados cuyo papel al parecer es de conducción (Fig. 8).
Corte longitudinal
de la porción
central del estípe
1.3. Crecimiento
Corte longitudinal
de la lámina
Corte estípite de Macrocystis pyrifera
(100 X)
mr: meristodermo; cx: corteza; me: médula; th: células filamentosas con base ancha
(células trompeta); hy: filamentos medulares en forma de hifas (células cribosas)
Figura 8. Estructura anatómica de una laminarial (Modificado de Lee, 1980)
El crecimiento se da a través de una célula apical o conjuntos celulares altamente diferenciados
(denominados meristodermos), presentándose los siguientes tipos:
a) Crecimiento Terminal, se da por células solitarias, las cuales se dividen transversalmente y de
manera sucesiva, dando lugar a los filamentos axiales hacia la base.
b) Crecimiento Tricotálico, el cual se da a partir de conjuntos celulares subterminales en los
extremos de los ejes, una serie de células cortas se dividen transversalmente, hacia la base del
talo dan lugar a los filamentos axiales, en tanto que hacia al ápice dan alargamiento, sin llegar a
producir ramificaciones o pleuridios.
c) Crecimiento Intercalar, característico de filamentos a partir de ciertas regiones de los mismos,
donde las células se dividen hacia arriba y hacia abajo.
73

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d) Crecimiento Marginal este es característico de organismos multiaxiales, con laminas
flabeladas, donde las células del borde del flabelo se dividen para dar lugar a un crecimiento en
forma de abanico pudiendo ser tricotálico o bien a partir de meristodermos.
1.4. Reproducción
La reproducción vegetativa o asexual se lleva a cabo básicamente por fragmentación y en algunas
especies por la difusión de PROPAGULOS y por PLANOSPORAS o APLANOSPORAS que se
originan a partir de esporangios ya sea uniloculares (UNANGIOS) o pluriloculares
(PLURANGIOS), (Fig. 9).
Aspecto general
Planosporas Aplanosporas
Propágulos
Esporangios uniloculares
(Unangios)
Figura 9. Estructuras reproductoras asexuales
Esporangio plunilocular
(Plurangio)
En tanto que la reproducción sexual se realiza isogámica anisogámica y oogámicamente,
presentando gametangios uniloculares o pluriloculares, los OOGONIOS suelen encontrarse sobre
la lámina entre pequeños filamentos como en Padina durvillaei, para el caso de las
CICLOSPORAE pueden estar contenidos en CONCEPTACULOS los cuales se pueden encontrar
esparcidos en la superficie del talo o más a menudo en ápices inflados denominados
RECEPTACULOS (Fig. 10). Los ciclos son Isomórficos y Heteromórficos, con meiosis cigótica,
espórica o gamética. En algunos géneros se presenta la "Partenogénesis", es decir los gametos no
fecundados se pueden transformar en nuevos gametofitos.
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2. OBJETIVO
Conceptáculo masculino
con ramas espermatangiales
Conceptáculo femenino
con óvulos u oogonios
Corte transversal de receptáculos mostrando los
conceptáculos en Sargassum howelli (40X)
Oogonios en
Padina durvillaei
Figura 10. Estructuras reproductoras sexuales en algas cafés
Receptáculos en Sargassum sp.
- Analizar las características morfológicas distintivas de las algas pardas o cafés, además de
reconocer algunas de las estructuras reproductoras.
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3. MATERIALES Y EQUIPO
Microscopio compuesto Lámpara de alcohol Verde brillante
Microscopio estereoscópico Lugol Agua destilada
Cajas de Petri Azul de metileno Ácido clorhídrico
Porta y cubreobjetos Azul de crecil Papel higiénico
Pinzas y agujas de disección Rojo neutro Papel seda
Navaja para rasurar nueva Azul de anilina
Material biológico: Ejemplares colectados
4. DESARROLLO DE LA PRÁCTICA
Para esta parte se recomienda utilizar la práctica uno y tres para demostrar las características
morfológicas y reproductoras de este grupo, para esto apóyate en el documento guía que te permita
hacer un planteamiento adecuado del experimento que vas a realizar. Además el laboratorísta te
proporcionará los equipos y materiales necesarios para tu trabajo de laboratorio, ten en cuenta que:
¡ES UN TRABAJO MULTIDISCIPLINARIO!
b) Presentación del informe final, que comprenderá:
i. El diario científico escrito en el manual.
ii. Elaboración de esquemas de las estructuras observadas.
iii. La toma de fotografías es muy importante para la presentación final de tu trabajo.
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1. INTRODUCCIÓN
1.1. Citología
RHODOPHYTA (Algas rojas)
Las algas rojas presentan talos cuya coloración es producida por lo pigmentos ficobilínicos
(principalmente la ficoeritrina), los cuales enmascaran a los carotenoides (α y β carotenos, luteína
y zeaxantina) y clorofilas a y d; las reservas alimenticias generalmente se almacenan como
gránulos citoplasmáticos de rodamilón o almidón de las florídeas. Los principales constituyentes
de la pared celular son carbohidratos, presentando coloides como agar y carrageno, otras
contienen impregnaciones de carbonato de calcio.
Las algas rojas pueden presentar uno o más núcleos, en cuanto a los cloroplastos éstos poseen
tilacoides individuales, es típico de las bangiofíceas un plastidio axial con un pirenoide central,
en tanto que en las florideofíceas se presentan en gran número pequeños y discoidales, aunque
también los hay irregulares y en forma de banda, por lo general en las formas más evolucionadas
no se observan los pirenoides (Fig. 64).
Cloroplasto
Vacuola
Mitocondria
Aparato de Golgi
Cuerpos lipídicos
Figura 64. Célula vegetativa de una alga roja
(Tomado de Dawes, 1986)
Núcleo
Pirenoides
Cloroplasto
Este grupo de algas no presenta células flageladas y por lo mismo carecen de centríolo. Ciertas
especies muestran una iridiscencia característica de color verde o azul localizada en cuerpos
llamados iridiscentes, lo que se observa principalmente en las Ceramiales y Rhodymeniales, los
que al parecer contienen material proteico, taninos, fenoles y otros materiales desconocidos.
77

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1.2. Morfología
Se reconocen dos clases BANGIOPHYCEAE y FLORIDEOPHYCEAE; de acuerdo a su
diversidad morfológica se pueden observar desde unicelulares principalmente coloniales, hasta
pluricelulares primitivas, éstas últimas presentan una gran complejidad debido a que implica
diferentes formas de crecimiento, los tipos morfológicos se describen a continuación para cada
clase:
1.2.1. Diversidad Morfológica de Rhodophyta
1.2.1.1. Clase Bangiophyceae
Presentan estructura simple, al parecer es el grupo más primitivo de las algas rojas; se pueden
encontrar desde unicelulares hasta coloniales en forma de consorcios (Fig. 65).
Pirenoide
Mitocondria
s
Cloroplasto
a
Núcleo
Vacuola
Gránulos de almidón
Figura 65. Tipos a) Unicelular (Rhodella sp.) y b) Consorcio (Porphyridium sp.)
O bien desde seudofilamentosas a filamentosas simples que pueden ser uniseriadas y/o
multiseriadas (Fig. 66), o ramificadas (Callithamnion sp., Fig. 67).
Uniseriado Multiseriado
Figura 66. Tipo filamentoso uniseriado y multiseriado (Bangia sp.)
b
78

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Figura 67. Tipo Filamentoso ramificado (Callihtamnion sp.)
También llegan a formar láminas seudoparenquimatosas delgadas monostromáticas (una hilera de
células en grosor), como el caso de Smithora sp. y Porphyra sp. (Fig. 68), o distromáticas (dos
hileras de células en grosor) como algunas especies de Porphyra sp.
Figura 68. Tipo laminar seudoparenquimatoso monostromático (Porphyra sp.)
1.2.1.2. Clase Florideophyceae
Esta clase no presenta géneros unicelulares, las especies más simples son filamentosas
uniseriadas ramificadas es el caso de Acrochaetium sp. (Fig. 69)
79

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Las líneas morfológicas del grupo complejo, abarcan desde las uniaxiales simples, donde existe
una hilera de células centrales a partir de las cuales se derivan las ramificaciones en forma de
verticilos (Batrachospermum sp., Fig. 70).
Eje axial
Figura 69. Tipo Filamentoso ramificado (Acrochaetium sp.)
Verticilos
Aspecto general Corte transversal Célula axial
Figura 70. Tipo Uniaxial simple (Batrachospermum sp.)
Otros presentan combinaciones de filamentos uniseriados con zonas corticadas (Ceramium sp.,
Fig. 71). Se presentan también aquellas que tienen estructura polisifónica, es decir, son algas
rojas que derivan sus ramificaciones (células pericentrales) a partir de una célula apical llamada
central (Tayloriella dictyurus, Fig. 72).
80

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Células axiales
Células corticales
Figura 71. Tipo Uniaxial combinado, filamento axial y células corticales (Ceramium sp.)
Célula apical
Aspecto general Acercamiento de ramilla
Células pericentrales
Célula central
Corte transversal
Figura 72. Tipo Típicamente polisifónico (Tayloriella dictyurus)
81

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El caso extremo de las polisifónicas lo conforman las algas rojas uniaxiales corticadas, las que
presentan una célula central rodeada de células medulares y una especie de epidermis formada
por pequeñas células corticales (Fig. 73), este grupo generalmente presenta un aspecto cilíndrico.
Otro grupo de tipo uniaxial corticado, lo forman las que presentan un aspecto folioso como es el
caso de Plocamium sp., las cuales también muestran una célula central la que da origen a las
medulares y corticales (Fig. 74).
Aspecto general
Células medulares
Acercamiento de
lámina
Célula central
Aspecto general Corte transversal
Figura 73. Tipo Uniaxial corticado cilíndrico (Hypnea sp.)
Figura 74. Tipo Uniaxial corticado folioso (Plocamium sp.)
Célula central
Células medulares
Corte transversal
Células
corticales
82

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En tanto que las complejas se derivan de formas filamentosas que se ramifican y pueden estar
fusionadas o no conformando un aspecto seudoparenquimatoso o bien la diferenciación escasa de
tejido en forma de estructuras parenquimatosas.
Las algas rojas más evolucionadas están representadas por las multiaxiales, en las que el eje
principal esta compuesto por varios filamentos o hileras de células paralelas o casi paralelas, las
mismas pueden ser corticadas cilíndricas como Amphiroa sp. (Fig. 75), Jania sp., Galauxaura
sp., las que también tienen en sus paredes celulares impregnaciones de carbonato de calcio.
Células medulares
intergeniculares
Células medulares
geniculares
Células corticales
Aspecto general Corte longitudinal
Figura 75. Tipo Multiaxial corticado cilíndrico (Amphiroa sp.)
Algunas algas coralináceas presentan una disposición muy característica del desarrollo de las
células, observándose básicamente dos regiones: a) células geniculares y b) células
intergeniculares (Fig. 76).
Existen cilíndricas que no contienen carbonato de calcio, más bien en los espacios intercelulares
muestran sustancias ficocoloides como el agar y carrageno, es el caso de Eucheuma sp, que
presentan carragenano. (Fig. 77) y algunas especies de Gracilaria con agar.
Aspecto general
Células
corticales
Filamentos
axiales
Células
medulares
Corte transversal
Figura 77. Tipo Multiaxial corticado cilíndrico (Eucheuma sp.)
83

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Otras son más complejas ya que son corticadas y foliosas, es el caso de Grateloupia sp. (Fig. 78)
y Gigartina sp, las que incluso tienen una serie de células medulares estrelladas interconectadas.
1.3. Crecimiento
Células corticales
Células medulares estrelladas
Aspecto general Corte transversal
Figura 78. Tipo Multiaxial corticado folioso (Grateloupia sp.)
El tipo de crecimiento que se presenta en las algas rojas depende de la clase que se trate, en el
caso de las bangiofíceas se habla de un crecimiento intercalar, siendo raro el apical, en cuanto a
las florideofíceas en su mayoría presentan apical y raramente intercalar. A continuación se
muestran los tipos de células de crecimiento para las florideofíceas:
CÉLULAS ACUTADAS: aquellas que terminan en una punta aguda o pico como el caso de
Centroceras sp. (Fig. 79).
Célula acutada
Figura 79. Célula apical en Centroceras sp.
84

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CÉLULAS REDONDEADAS: aquellas cuyo final es atenuado (semiesférico), pueden ser muy
conspicuas, como es el caso de Antithamnion sp. (Fig. 80).
Célula apical redondeada
CÉLULAS INMERSAS: localizadas en el fondo de una cavidad apical y en ocasiones protegidas
por filamentos estériles (tricoblastos), como en Laurencia sp. (Fig. 81)
Aspecto general
Figura 80. Célula apical de Antithamnion sp.
Tricoblastos
Cavidad apical
Célula apical inmersa
MERISTEMOS INTERCALARES o CONJUNTOS CELULARES: son agrupaciones de células
similares localizadas en las partes intercalares, no se presenta una célula única que se encargue
del crecimiento, es el caso de Amphiroa sp. (Fig. 82), estos también pueden ser apicales.
Meristemos
intercalares
Ápice de ramilla
Figura 81. Célula apical de Laurencia sp.
Figura 82. Meristemos en Amphiroa sp.
85

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La reproducción asexual es común en Bangiophyceae y rara en Florideophyceae, ésta se lleva a
cabo por simple metamorfosis en células vegetativas a las cuales se les denomina
MONOSPORANGIOS y la espora resultante MONOSPORA (Fig. 83).
Monosporas
Ramas verticilares
Figura 83. Monosporangios en Batrachospermum sp.
Monosporangios
Cuando se presenta una división múltiple del protoplasto en células vegetativas se producen hasta
dos esporas en cuyo caso las células madres son llamadas BIESPORANGIOS y las esporas
BIESPORAS o POLISPORANGIOS si producen más de cuatro esporas llamadas entonces
POLISPORAS (Fig. 84).
Figura 84. Polisporangios en Ceramium sp.
Polisporangios
Las estructuras asociadas con la reproducción sexual en las algas rojas son tan diferentes de las
demás algas, que se ha creado una terminología especial para describirlas.
La reproducción sexual poco se conoce en las Bangiophyceae, ésta se encuentra mayormente
explicada para el caso de las Florideophyceae.
86

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El gameto masculino es llamado ESPERMACIO y carece de flagelos, mientras que al femenino
se le denomina CARPOGONIO y presenta una extensión apical de diferente tamaño llamada
TRICÓGINA (Fig. 85).
Espermacios
El núcleo de la célula femenina es retenido dentro del gamentangio donde se lleva a cabo la
fecundación y formación del cigoto, el desarrollo posterior origina una fase multicelular llamada
CARPOSPOROFITO (diploide), el cual esta constituido por un conjunto de FILAMENTOS
GONIMOBLÁSTICOS, rodeado de una capa de células estériles denominada PERICARPO este
más el carposporofito se denomina CISTOCARPO, a partir del carposporofito se desarrollan
CARPOSPORANGIOS en los extremos de los filamentos gonimoblásticos, los cuales dan origen
a las CARPOSPORAS (Fig. 86).
Pericarpo
Filamentos
gonimoblásticos
CARPOSPOROFITO
Carpogonio
Cistocarpo
Tricógina
Figura 85. Gametos en Batrachospermum sp.
Figura 86. Estructura del cistocarpo
Carposporangios
Liberación de carposporas
Las carposporas a su vez por germinación dan origen a una nueva estructura multicelular llamada
TETRASPOROFITO (diploide), en la cual se desarrollan los TETRASPORANGIOS que por
meiosis originan las TETRASPORAS, las que se desarrollan para dar lugar al gametofito; los
tetrasporangios pueden ser de tres tipos: ZONADOS, CRUCIADOS y TETRAHÉDRICOS (Fig.
87), el conjunto de tetrasporangios tetraédricos se le denomina ESTIQUIDIO (Fig. 88).
87

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Rama de tetrasporofito de
Polysiphonia sp.
Figura 87. Tetrasporofito y tetrasporangios
Estiquidio
Tetrasporangios tetrahédricos
en Ceramium sp.
Figura 88. Estiquidio tetrasporangial
Tetrasporangios zonado en
Centroceras sp.
Tetrasporangios
Su importancia económica es ampliamente conocida ya que son utilizadas en la dieta alimenticia
del humano y la presencia de ficocoloides permite la obtención de sustancias para uso industrial
en la cosmetología y gastronomía, es el caso del agar y carragenanos.
Se localizan principalmente en las regiones tropicales, aunque los ejemplares más grandes son
característicos de regiones subtropicales y templadas. La mayoría de las rodofíceas son marinas
de zonas intermareales e infralitorales, en costas rocosas, asociadas con los arrecifes coralinos, o
en playas abiertas, ciertas especies marinas son capaces de extenderse hacia los estuarios u otros
hábitats salobres, pocas especies son de aguas dulces de temperaturas frías es el caso de
Batrachospermum moniliforme la cual se puede localizar en arroyos de las partes más altas del
estado de Michoacán.
88

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2. OBJETIVO
- Analizar las características morfológicas distintivas de las algas rojas, además de reconocer
algunas de las estructuras reproductoras.
3. MATERIALES Y EQUIPO
Microscopio compuesto Lámpara de alcohol Verde brillante
Microscopio estereoscópico Lugol Agua destilada
Cajas de Petri Azul de metileno Ácido clorhídrico
Porta y cubreobjetos Azul de crecil Papel higiénico
Pinzas y agujas de disección Rojo neutro Papel seda
Navaja para rasurar nueva Azul de anilina
Material biológico: Ejemplares colectados
4. DESARROLLO DE LA PRÁCTICA
Para esta parte se recomienda utilizar la práctica uno y tres para observar las características
morfológicas y reproductoras de este grupo, para esto apóyate en el documento guía que te permita
hacer un planteamiento adecuado del experimento que vas a realizar. Además, se te proporcionará el
equipo y materiales necesarios para tu trabajo de laboratorio, ten en cuenta que:
¡ES UN TRABAJO MULTIDISCIPLINARIO!
b) Presentación del informe final, que comprenderá:
iv. El diario científico escrito en el manual.
v. Elaboración de esquemas de las estructuras observadas.
vi. La toma de fotografías es muy importante para la presentación final de tu trabajo.
(NOTA: los géneros calcáreos se descalcifican colocándolos en ácido clorhídrico 1:1 por un
tiempo de 15 a 20 minutos y se utiliza como colorante el azul de anilina para observar
mejor)
89

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1. INTRODUCCIÓN
DIVISIÓN CHLOROPHYTA (algas verdes)
Es necesario considerar que la división Chloropohyta esta compuesta por un número muy
heterogéneo de estructuras morfológicas, incluso esto nos pone en una situación de disyuntiva, ya
que abarca dos de los cinco reinos, es decir, las algas unicelulares móviles e inmóviles pertenecen al
Reino Protista, en tanto que las más complejas se pueden considerar del Reino Plantae.
Una célula típica de las algas verdes (Fig. 1), se asemeja bastante a las de las plantas superiores, van
a presentar una pared celular, cloroplastos, pirenoides, núcleo, vacuolas, mitocondrias, aparato de
golgi y retículo endoplásmico, entre otros organelos.
¿Cuáles son entonces las características que unifican a esta división?, en este sentido, las algas
verdes presentan una pared celular de doble capa, la interna de celulosa y la externa de pectina, los
xilanos pueden sustituir a la celulosa y la quitina a la pectina, o bien se puede presentar una
calcificación a base de la forma aragonita del carbonato de calcio.
Pared celular
Gránulos de almidón Pirenoide Núcleo
Cloroplasto
Figura 1. Estructura de una célula típica de clorofíceas
Mitocondrias
El núcleo es otra de las características que unifica a esta división, el mismo presenta uno o más
nucléolos, el número de núcleos es una característica que se considerada para separar dos grandes
grupos:
a) Uninucleadas (Fig. 2), unicelulares, multicelulares o pluricelulares, en esta situación se
encuentran la mayoría de las algas verdes.
90

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Figura 2. Células uninucleadas de clorofíceas
Núcleo
b) Multinucleadas, básicamente corresponden a dos clases dentro de la división, Bryopsideophyceae
y Charophyceae, en las mismas se pueden observar dos variantes con respecto a la forma de los
talos, unicelulares (sifonadas) y multicelulares filamentosas simples o ramificadas.
* CENOCITICAS O APOCITOS (Fig. 3), caracterizadas por presentar 2, 4, 6 hasta 10 núcleos o
más por célula, son organismos generalmente filamentosos donde se pueden distinguir la
separaciones entre cada una de las células que lo componen.
91

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Figura 3. Filamento multinucleado cenocítico o apocito de Cladophora sp.
* SIFONADAS (Fig. 4), las que se caracterizan por no presentar tabiques transversos, sólo cuando
se forman las estructuras reproductoras, algunos ficólogos consideran que se trata de organismos
unicelulares con muchos núcleos, típicamente tienen forma de tubos simples o ramificados, algunos
se presentan como estructuras ramificadas en forma de cúmulos de globos interconectados.
a
Núcleos
Núcleos
Figura 4. Estructura multinucleada sifonada de a) Bryopsis sp. b) Codium sp. c) Caulerpa sp.
b
c
92

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Los cloroplastos, son de importancia taxonómica por la forma, posición y número. Por lo general
tienen de tres a siete tilacoides agrupados en bandas (Fig. 1), su organización se asemeja a la grama
de las plantas superiores; por su posición se clasifican en AXIALES, aquellos que se encuentran en
la parte central de la célula y PARIETALES, los que se localizan cubriendo la mayor parte de la
célula, muy cercanos a la membrana celular (Fig. 5).
a b c
Cloroplasto axiales a) Ulothrix sp. b) Zygnema sp. c) Spirogyra sp.
a b c d
Cloroplasto parietales a) Actinochloris sp. b) Oedogonium sp. c) Cosmarium sp. d) Scenedesmus sp.
Figura 5. Posición de los cloroplastos
De acuerdo a su forma, pueden ser: de banda (cojinete o placa, anillo, espiralados, lobados), (Fig. 6);
copa o tasa, discoidales y reticulados (Fig. 7). El número va de uno hasta cientos.
Cojinete Anillo Espiralado Lobulados o estrellados
Figura 6. Cloroplastos en forma de banda
93

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Copa o tasa Discoidales
Figura 7. Otras formas de los cloroplastos
Por su grado evolutivo se establecen tres tipos:
Reticulado
* ARQUEOPLASTOS, cuando sólo se presenta un cloroplasto generalmente los típicamente en
forma de banda.
* MESOPLASTOS, en realidad se trata de un conjunto de cloroplastos interconectados a manera de
red (reticulados), mediante filamentos citoplásmicos incoloros.
* NEOPLASTOS, cloroplastos numerosos y completamente independientes (discoidales, esféricos u
ovales).
La mayoría de las clorofitas presentan un solo tipo de plastos (HOMOPLASTOS U
HOMOPLASTIA), existen algunos grupos como el caso de las caulerpales donde se pueden
observar dos tipos de plastos (HETEROPLASTOS O HETEROPLASTIA), los típicos cloroplastos
que se caracterizan por ser ricos en clorofila y que acumulan poco o nada de almidón, y los
leucoplastos o amiloplastos estos son más pequeños y no pigmentados y almacenan una gran
cantidad de almidón.
Los pigmentos primarios o fotosintetizadores son las clorofilas a y b, que les dan la típica coloración
"verde pasto", entre los secundarios se encuentran los carotenoides como alfa, beta y gama
carotenos, este último también conocido como licopeno; las xantofilas luteína, neoxantina,
violaxantina, zeaxantina, sifonoxantina y sifoneína, la combinación de estos con las clorofilas dan
diferentes tonalidades de verde.
La sustancia de reserva característica de este grupo es el almidón verdadero, además de grasas o
aceites que son más comunes en células viejas o de reposo como los acinetos. Estas sustancias de
reserva se encuentran directamente relacionadas con los pirenoides (Fig. 8) y leucoplastos o
amiloplastos, los primeros se encuentran incluidos en los cloroplastos, mientras que los segundos
son independientes de los mismos dispersos en el citoplasma.
94

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Pirenoides en Mougeotia sp.
Pirenoides en Spirogyra sp.
Figura 8. Gránulos de reserva alimenticia (almidón)
Pirenoides en Ulva sp.
Pirenoides en Cosmarium sp.
Desde el punto de vista morfológico el primer criterio a utilizar es la presencia o ausencia de la
motilidad, en el caso de los organismos móviles se presentan los flagelos, estos son isocontos, es
decir, son iguales en forma y tamaño no presentan matigonemas por lo que se consideran lisos, tipo
látigo o acronemáticos, la inserción es apical aunque en algunos casos pueden ser subapicales.
El número de flagelos más común es de dos, pero podemos encontrar 4 , 6, 8 o hasta cientos de
ellos, siempre en números pares, en algunos casos raros se observa solamente uno.
El segundo criterio morfológico tiene que ver con la forma de los organismos, en el caso de las algas
verdes podemos ubicar todas las posibilidades de las líneas morfológicas (Fig. 9, 10, 11, 12, 13, 14,
15 y 16).
Chlamydomonas sp. Chlorella sp.
Figura 9. Protofitas Eucariontes
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Hydrodyction sp. Pediastrum sp.
Cosmarium sp.
Scenedesmus sp.
Micractinium sp.
Figura 10. Talofitas Cenobiales
Volvox sp. Pleodorina sp. Dictyosphaerium sp.
Figura 11. Talofitas Coloniales
Cladophora sp.
Figura 12. Talofitas cenocíticas
Chaetomorpha sp.
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Caulerpa sp.
Bryopsis sp.
Figura 13. Talofitas sifonadas
Simple Ulothrix sp. Ramificado Draparnalia sp.
Figura 14. Talofitas filamentosas
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Codium sp. Cilíndrica
Prasiola sp. Lámina monostromática
Ulva sp. Lámina distromática
Enteromorpha sp. Cilíndrica monostromática
Figura 14. Talofitas Parenquimatosas
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Halimeda sp. Artejos discoidales
Figura 15. Talofitas seudoparenquimatosas
Trábeculas
La reproducción en el caso de las algas verdes, es muy variada, un género en especial
(Chlamydomonas, Fig 16), ha sido utilizado para demostrar todas las posibilidades, tanto
asexuales como sexuales.
Figura 16. Ciclo de alternancia de generaciones de Chlamydomonas sp.
99

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En este sentido y desde el punto de vista de la reproducción asexual, podemos mencionar que en
la mayoría de las especies corresponde a la división mitótica, generalmente por bipartición, sin
embargo en algunos casos la producción de esporas se debe a un proceso de fisión múltiple, las
esporas producto de esta forma de división son conocidas como MITOSPORAS. La reproducción
asexual también se puede llevar a cabo por la transformación del citoplasma de la célula en una
estructura única que funciona como espora, cuyo nombre podría ser el de MONOSPORA. La
célula que de origen a las esporas es conocida como esporangio, mito o monosporangio
dependiendo a que de origen (Fig. 17).
Mitosporangios de Oocystis sp.
Esporangios de Volvox sp.
Estados palmeloides de Chlorococcum sp.
Estados palmeloides de Gonium sp.
Figura 17. Reproducción asexual por mitosis simple y múltiple
Todas las algas verdes unicelulares son potencialmente esporangios, aunque en el caso de algunas
coloniales móviles (Volvox sp.), las células madres de las mitosporas, son únicamente las internas
(Fig. 17). En la mayor parte de las algas filamentosas, cualquier célula puede transformarse en un
esporangio, sin embargo, existen algunos géneros filamentosos, como es el caso de
Chaetomorpha, donde sólo las últimas células apicales son capaces de funcionar como
esporangios, (Fig. 18).
100

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Esporangios maduros Esporangios vacios
Chaetomorpha sp.
Figura 18. Esporangios en formas filamentosas
Otro ejemplo de mitosporangios esta dado por células marginales de algas verdes con morfología
laminar (Ulva spp.), (Fig. 19).
Áreas de
fragmentación
Figura 19. Áreas de Fragmentación en Organismos Laminares (Ulva lactuca)
La fragmentación también se presenta en los filamentos los cuales, una vez separados del talo
original, por mitosis son capaces de producir nuevos, sin embargo, generalmente no es el caso de
los organismos filamentosos con rizoides.
Por otra parte la reproducción asexual en la clase Charophyceae, se caracteriza por no presentar
esporas de ningún tipo, ésta se da mediante estructuras parecidas a las yemas de plantas
101

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superiores llamadas BULBILLOS, TUBÉRCULOS Y ESTRELLAS AMILÁCEAS, los cuales
germinan mediante mitosis sucesivas (Fig. 20).
Bulbillos
Tubérculos
Estrellas amiláceas
Figura 20. Estructuras Reproductoras Asexuales de Charophyceae
Con respecto a la reproducción sexual, la mayor parte de los ciclos que se conocen son
isomórficos, es decir, que morfológicamente tanto el gametofito como el esporofito son iguales,
por lo tanto, las estructuras gametangiales y esporangiales son idénticas, lo cual conlleva un
problema, gametangios y esporangios son iguales y sólo mediante la identificación de los
cromosomas podríamos darnos cuenta de que estructuras se trata. Otras estructuras si pueden ser
fácilmente identificables, es el caso de los cigotos de algunos géneros, como en Chlamydomonas
sp., y Cosmarium sp., en general en todas las Zignematales, los mismos reciben el nombre de
CIGOSPORAS, las que pueden presentar varios tipos de ornamentaciones como son: espinas,
papilas, paredes corrugadas, estriadas, etc. (Fig. 21).
102

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Cigosporas de Mougeotia sp.
Cuando los ciclos son heteromórficos es fácil distinguir a los gametangios, situación que se
puede ejemplificar con la clase Bryopsideophyceae, y en particular con el género Codium, donde
los gametangios presentan forma de papilas y se encuentran separados de los utriculos mediante
una pared transversal (Fig. 22).
Utriclo
Cigospora de Mougeteopsis sp.
Cigosporas de Spirogyra sp. Cigospora flagelada
Figura 21. Morfología de las cigosporas en la clase Chlorophyceae
Gametangio
Figura 22. Gametangios en utriculos de Codium sp.
Cigosporas de Spirogyra sp.
Otro tipo de gametangios también pueden ser observados en el género Oedogonium, en este es
evidente la diferenciación de anteridios y oogonios (Fig. 23).
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Oogonio
Anteridios
Anillos
anteridiales
Figura 23. Gametangios y Cigoto de Oedogonium sp.
En el caso de las Zygnematales también es importante la forma de reproducción, esta se lleva a
cabo por conjugación, con el establecimiento de conexiones entre células llamadas PUENTES
DE CONJUGACION, el movimiento del citoplasma en este proceso es de importancia
taxonómica (Fig. 24).
Puentes de conjugación en Mougeotia sp.
Puentes de conjugación en Spirogyra sp.
Figura 24. Puentes de conjugación en Zygnematales
Cigoto maduro
104

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Un caso especial de estructuras reproductoras sexuales es el de las Charophyceae, ya que en estas
encontraremos, perfectamente diferenciados los gametangios masculinos de los femeninos, los
primeros son llamados GLOBULOS, su forma es esférica y su coloración es anaranjada, se
encuentran situados en los nudos de las ramas pleuridianas, a los cuales se unen mediante una
célula corta a manera de pedúnculo, el glóbulo esta compuesto de una serie de células estériles
que rodean a las fértiles, estas últimas se encuentran agregadas a manera de pequeños filamentos,
debido a que tanto las células estériles como las fértiles se forman simultáneamente, se considera
al gametangio masculino como pluricelular.
El gametangio femenino tiene una forma ovoide a manera de urna el cual contiene un solo óvulo
es llamado NUCULA, su color es café obscuro, y también esta situado en los nodos de las células
pleuridianas, si bien también presenta una capa de células estériles en forma espiralada rematada
por una serie en forma de corona (CORONULA), a diferencia del Glóbulo estas se forman
después que ha sido fecundado el óvulo, por lo cual se considera una estructura unicelular (Fig.
25).
Manubrio
Corónula
Núcula
Glóbulo
Ramas anteridiales
Figura 25. Estructuras reproductoras sexuales de Charophyceae
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2. OBJETIVO
- Analizar las características morfológicas distintivas de las algas verdes unicelulares y
multicelulares, además de reconocer algunas de las estructuras reproductoras.
3. MATERIALES Y EQUIPO
Microscopio compuesto Lámpara de alcohol Verde brillante
Microscopio estereoscópico Lugol Agua destilada
Cajas de Petri Azul de metileno Ácido clorhídrico
Porta y cubreobjetos Azul de crecil Papel higiénico
Pinzas y agujas de disección Rojo neutro Papel seda
Navaja para rasurar nueva Azul de anilina
Material biológico: Ejemplares colectados
4. DESARROLLO DE LA PRÁCTICA
Para esta parte se recomienda utilizar la práctica uno y tres para demostrar las características
morfológicas y reproductoras de este grupo, para esto apóyate en el documento guía que te permita
hacer un planteamiento adecuado del experimento que vas a realizar. Además el laboratorísta te
proporcionará los equipos y materiales necesarios para tu trabajo de laboratorio, ten en cuenta que:
¡ES UN TRABAJO MULTIDISCIPLINARIO!
b) Presentación del informe final, que comprenderá:
vii. El diario científico escrito en el manual.
viii. Elaboración de esquemas de las estructuras observadas.
ix. La toma de fotografías es muy importante para la presentación final de tu trabajo.
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MANUAL BOTÁNICA I FAC. BIOLOGÍA
1. INTRODUCCIÓN
PRÁCTICA Nº 7
MORFOLOGÍA GENERAL DE LAS BRIOFITAS Y GRUPOS AFINES
Las briofitas son consideradas las plantas verdes terrestres más primitivas, de tamaño
generalmente pequeño, no vasculares ya que no presentan estructuras de conducción, se
encuentran sobre rocas, suelos, árboles, troncos e incluso algunas veces en el agua. Estos
vegetales presentan clorofila a y b, β y α-carotenos, xantofilas como luteína, criptoxantina y
zeaxantina, las sustancias de reserva son el almidón verdadero, algunas grasas, celulosa y
hemicelulosa. Según Cronquist (1977), forman parte del subreino Embryobionta por que crean un
embrión a partir del cigoto. La división Bryophyta presenta tres clases: Anthocerotopsida,
Marchantiopsida y Bryopsida.
Su ciclo de vida se realiza por alternancia de generaciones heteromórfica, presentan un
GAMETOFITO (n) de simetría radial o dorsiventral y un ESPOROFITO (2n) poco llamativo y
dependiente del primero. El gametofito se encuentra claramente diferenciado en una superficie
superior o dorsal y una inferior o ventral, el mismo es fotosintético, taloso o folioso, fijo al
sustrato por rizoides unicelulares o pluricelulares. Sus estructuras reproductoras sexuales
llamadas gametangios son los anteridios (♂) y arquegonios (♀), superficiales o inmersos en el
gametofito y protegidos por una capa de células estériles. Los ANTERIDIOS son de forma
globosa pedunculados y producen anterozoides biflagelados en su interior. Los ARQUEGONIOS
tienen forma de botella con una base ensanchada llamada vientre y una alargada llamada cuello
del arquegonio; dentro del vientre se forma una célula muy grande denominada oosfera (Figs. 40,
41 y 42).
Gametofito
Anteridio
Figura 40. Morfología general del gametofito de Anthocerotopsida
Arquegonio
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Gametofitos
Anteridióforos
Anteridios
Arquegonióforos
Arquegonio
Figura 41. Morfología general del gametofito de Marchantiopsida
108

MANUAL BOTÁNICA I FAC. BIOLOGÍA
Arquegonios
Formas de gametofitos
Gametofito
Rizoide
Figura 42. Estructura del gametofito de Bryopsida
Anteridios
109

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El esporofito está formado por un pie, un filamento llamado seta y una cápsula esporígena. Los
esporofitos pueden presentar estas 3 partes básicas, o bien, algunas veces puede faltar una de
ellas, o variar la forma y características (Fig. 43, 44 y 45).
Cápsula
Vaina
Figura 43. Esporofitos en Anthocerotopsida
Cápsula
Seta
Pie
Figura 44. Esporofito en Marchantiopsida
110

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Probablemente se han estudiado muy poco para determinar su importancia económica. Sin
embargo, existen indicaciones de que potencialmente representan fuentes indirectas de recursos
explotables, sobre todo los musgos, y en particular Sphagnum sp. Son con frecuencia pioneras en
suelos desnudos y formadoras de materia orgánica.
II. OBJETIVOS
1. Observar y diferenciar las estructuras morfológicas del gametofito y esporofito en las diferentes
clases de las briofitas.
2. Diferenciar las estructuras reproductoras asexuales y sexuales en cada clase de briofitas.
III. MATERIALES Y EQUIPO
Esporofito
Cápsula
Figura 45. Esporofitos en Bryopsida
Microscopio estereoscópico Caja de petri
Portaobjetos Miel con fenol
Cubreobjetos de 24 x 50 mm Esmalte transparente
Gotero Papel higiénico y papel seda
Pinzas y agujas de disección Marcador permanente contra el agua
MATERIAL BIOLÓGICO: Ejemplares frescos de Anthoceros, hepáticas y musgos
Seta
111

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IV. DESARROLLO DE LA PRÁCTICA
1. Observación del gametofito
a) Coloque en una caja de petri por separado, ejemplares del gametofito de Anthoceros,
hepáticas y musgos.
b) Enjuáguelo para eliminar los restos de suelo que contenga, utilizando para ello las
pinzas y aguja de disección.
c) Con la utilización del microscopio estereoscópico (lupa), en un portaobjetos coloque en
el área de montaje un ejemplar con el “haz “hacia arriba y a un lado otro con el “envés”, también
hacia arriba (Fig. 46).
d) En el área de etiquetado, mediante un marcador de tinta permanente contra el agua
coloque los siguientes datos:
f) Agregue varias gotas de miel con fenol, con la aguja de disección mantenga separados
los ejemplares y coloque el cubreobjetos (Fig. 46).
112

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g) A partir de los ejemplares montados, observe:
- Estructura externa del “haz”
- Estructura externa del “envés”
REALICE ESQUEMAS Y COLOQUE EL NOMBRE CORRECTO DE LAS
ESTRUCTURAS OBSERVADAS
2. Observación del esporofito
Figura 46. Montaje de gametofitos de briofitas
Cubreobjetos
a) Coloque en una caja de petri por separado, ejemplares del esporofito de Anthoceros,
hepáticas y musgos.
b) Enjuáguelo para eliminar los restos de suelo que contenga, utilizando para ello las
pinzas y aguja de disección.
c) Con la utilización del microscopio estereoscópico (lupa), en portaobjetos separados,
coloque en el área de montaje un ejemplar de los distintos esporofitos (Fig. 8).
d) En el área de etiquetado, mediante un marcador de tinta permanente contra el agua
coloque los siguientes datos:
113

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f) Agregue varias gotas de miel con fenol, con la aguja de disección mantenga separados
los ejemplares y coloque el cubreobjetos (Fig. 47).
Figura 47. Montaje de esporotofitos de briofitas
g) A partir de los ejemplares montados, observe y anote el nombre de sus partes:
- Partes del esporofito
- Estructura externa del “envés”
REALICE ESQUEMAS Y COLOQUE EL NOMBRE CORRECTO DE LAS
ESTRUCTURAS OBSERVADAS
3. Observación de estructuras reproductoras asexuales en hepáticas talosas
a) Obtenga una muestra del gametofito de una hepática talosa que tenga conceptáculos
(Fig. 48), colóquela en una caja de petri y enjuáguela para eliminar los restos de suelo presentes.
Conceptáculos
Figura 48. Gametofito de hepática con conceptáculos
Cubreobjetos
b) Con la utilización del microscopio estereoscópico (lupa), en un portaobjetos coloque en
el área de montaje un ejemplar de la hepática con conceptáculos (Fig. 49).
114

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c) En el área de etiquetado, mediante un marcador de tinta permanente contra el agua
coloque los siguientes datos:
d) Agregue varias gotas de miel con fenol, con la aguja de disección mantenga separados
los ejemplares y coloque el cubreobjetos (Fig. 49).
Figura 49. Montaje de gametofito con conceptáculos
e) A partir de los ejemplares montados, observe y anote el nombre de sus partes:
- Conceptáculos
- Gametofito
Cubreobjetos
REALICE ESQUEMAS Y COLOQUE EL NOMBRE CORRECTO DE LAS
ESTRUCTURAS OBSERVADAS
f) Obtenga un conceptáculo de una hepática talosa, colóquela en una caja de petri y separe
las yemas o gemas que están dentro (Fig. 50).
Figura 50. Yemas o gemas dentro de
un conceptáculo de hepática talosa
115

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g) Con la utilización del microscopio estereoscópico (lupa), en un portaobjetos coloque en
el área de montaje varias yemas o gemas de los conceptáculos (Fig. 51).
h) En el área de etiquetado, mediante un marcador de tinta permanente contra el agua
coloque los siguientes datos:
i) Agregue varias gotas de miel con fenol, con la aguja de disección mantenga separados
los ejemplares y coloque el cubreobjetos (Fig. 13).
Yema o gema
Figura 51. Montaje de yemas o gemas de hepáticas talosas
j) A partir de los ejemplares montados, observe y anote el nombre de sus partes:
- Yemas
- Rizoides en caso de estar presentes
REALICE ESQUEMAS Y COLOQUE EL NOMBRE CORRECTO DE LAS
ESTRUCTURAS OBSERVADAS
4. Observación de estructuras reproductoras sexuales en hepáticas talosas.
a) Obtenga una muestra del gametofito de una hepática talosa que tenga gametóforos (Fig.
52), colóquela en una caja de petri y enjuáguela para eliminar los restos de suelo presentes.
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Anteridióforos
b) Con la utilización del microscopio estereoscópico (lupa), en un portaobjetos coloque en
el área de montaje un ejemplar de la hepática con un sólo gametóforo (Fig. 53).
c) En el área de etiquetado, mediante un marcador de tinta permanente contra el agua
coloque los siguientes datos:
d) Agregue varias gotas de miel con fenol, con la aguja de disección mantenga separados
los ejemplares y coloque el cubreobjetos (Fig. 53).
e) A partir de los ejemplares montados, observe y anote el nombre de sus partes:
- Anteridióforo
- Arquegonióforo
Figura 52. Gametóforos de hepática
Arquegonióforos
Anteridióforo Arquegonióforo
Cubreobjetos
Figura 53. Montaje de gametóforos de hepáticas talosas
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5. Observación de estructuras reproductoras sexuales en musgos.
a) Obtenga una muestra del gametóforo, el periquecio o el perigonio, (Fig. 54), de un
musgo.
Perigonios
Periquecio
(Anteridióforos)
Arquegonióforos
Figura 54. Gametóforos de musgos
b) Colóquela en una caja de petri y bajo la lupa deshoje el gametóforo hasta observar los
conjuntos de anteridios o arquegonios (Fig. 55).
Hojitas periqueciales Arquegonióforo (conjunto de arquegonios) sin hojitas
Figura 55. Periquecio y arquegonióforo de musgo
c) Separe los gametóforos y colóquelos en el área de montaje un ejemplar por cada
portaobjetos (Fig. 56).
d) En el área de etiquetado, mediante un marcador de tinta permanente contra el agua
coloque los siguientes datos:
118

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d) Agregue varias gotas de miel con fenol, con la aguja de disección mantenga separados
los ejemplares y coloque el cubreobjetos (Fig. 56).
Arquegonióforo
Figura 56. Montaje de gametóforos de musgos
e) A partir de los ejemplares montados, observe y anote el nombre de sus partes:
- Anteridióforo
- Arquegonióforo
Cubreobjetos
REALICE ESQUEMAS Y COLOQUE EL NOMBRE CORRECTO DE LAS
ESTRUCTURAS OBSERVADAS
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V. CUESTIONARIO
1. Haga un cuadro comparativo de los géneros observados y ordénelos evolutivamente de acuerdo a las divisiones a los que
pertenezcan.
GÉNERO FORMA DEL
GAMETOFITO
TIPO DE
GAMETÓFOROS
TIPO DE RIZOIDES TIPO DE POROS ESTRUCTURAS
REPRODUCTORAS.
ASEXUALES
PARTES DEL
ESPOROFITO
120

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PRÁCTICA Nº 8
LOS GRUPOS DE BRIOFITAS: ANTHOCEROTOPHYTA, MARCHANTIOPHYTA
Y BRYOPHYTA
1. INTRODUCCIÓN
División: ANTHOCEROTOPHYTA
Esta clase incluye un orden: Anthocerotales y una familia Anthocerotaceae la cual se encuentra
ampliamente distribuida en el mundo, son poco frecuentes en las regiones árticas, predominan
más en zonas tropicales y subtropicales, presentan gametofitos talosos, de simetría dorsoventral,
lobulados, pluriestratificados y sin diferenciación de tejidos internos; en algunos casos el talo esta
claramente recorrido por nervios, en otros posee laminillas dorsales o prolongaciones en forma de
pelo, en varias especies los talos cuentan con propágalos pluricelulares marginales, el margen
puede ser diversamente lobulado o crenulado; los rizoides son unicelulares y sin la presencia de
cámaras aéreas. Cada célula frecuentemente cuenta con 1-8 cloroplastos grandes, con un solo
pirenoide cada uno, el cual es diferente al de las algas.
Los órganos sexuales se encuentran profundamente hundidos en la parte dorsal de las capas
superiores de los talos que en general son bisexuales, aunque algunos son heterotálicos, en cada
uno de estas cámaras se producen de uno a varios anteridios, el pedúnculo suele ser corto, al
momento de ser liberados los anterozoides se produce una escisión regular o irregular de la pared
de la cámara anteridial.
El contorno de los arquegonios internamente es en forma de botella, no están claramente
diferenciados de las otras células del talo, por lo tanto el huevo queda en la base de una depresión
de la botella la cual se abre en la superficie dorsal del talo. Después de la fecundación se forma
un cigoto que da lugar a un embrión y al final a un esporofito.
El esporofito es fotosintético, tiene un pie, una cápsula que es extremadamente larga en la cual
encontramos epidermis, parénquima clorofílico, tejido esporígeno (con esporas individuales, en
tétradas y eláteres) y una columela central. Por encima del pie se encuentra una zona
meristemática intercalar (una zona de divisiones celulares continuas), que agrega constantemente
nuevas células a la base del esporangio, lo cual significa que pueden formarse esporas durante
largos períodos (Fig. 3).
Sólo bajo condiciones de crecimiento muy favorables, el esporofito puede crecer de manera
considerable, incluso en estado de madurez contiene clorofila. El pie de los esporofitos en
ocasione se ensancha y, mediante la descomposición del gametofito, entra en contacto más o
menos directo con el suelo, Estos tienen la capacidad de sobrevivir independientemente durante
cierto tiempo. En la pared de la epidermis del esporofito existe cutina que es un material ceroso
que retarda la evaporación del agua, también se encuentran estomas provistos de células
oclusivas, estos se abren interiormente a un sistema de espacios intercelulares al madurar la
cápsula se abre en dos valvas para liberar las esporas, estas maduran progresivamente desde la
121

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parte superior a la inferior; estas valvas con frecuencia se arrollan y se desenrollan según los
cambios de la humedad del aire, ayudando así a la expulsión de las esporas.
Parte del tejido esporógeneo de la base del esporangio es reemplazado por una banda
conductora visible, las esporas se separan normalmente una vez liberadas, pero en algunos casos
quedan tétradas. La pared esporal varia según las especies puede ser parda, amarilla o negra,
entre las esporas se encuentran eláteres alargados y más o menos ramificados.
La reproducción vegetativa también se efectúa en algunos géneros por medio de
engrosamientos marginales que forman una capa externa protectora que las capacita para
sobrevivir por periodos de sequía cuando muere el talo principal, en los talos homotálicos se
producen los anteridio antes que los arquegonios.
La importancia evolutiva de este grupo ha destacado por el parecido superficial con los
psilófitos (plantas vasculares fósiles), ya que al parecer tuvieron un antecesor en común, aunque
todavía esto es muy controversial. Esta clase solo presenta 5 géneros.
Anteridio
Gametofito
Esporofito
Arquegonio
Estomas y poros
Figura 3. Estructura del esporofito y gametofito de Anthoceros sp.
Esporas
Eláteres
122

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2. OBJETIVO
Analizar las características morfológicas distintivas de los antoceros en su fase esporofítica y
gametofítica, además de reconocer algunas de las estructuras reproductoras.
3. MATERIALES Y EQUIPO
Microscopio compuesto Lugol
Microscopio estereoscópico Azul de metileno
Porta y cubreobjetos Papel higiénico
Aguja y pinzas de disección Papel seda o algodón
Navaja de rasurar nueva
MATERIAL BIOLÓGICO: ejemplares colectados
4. DESARROLLO DE LA PRÁCTICA
Para esta parte se recomienda utilizar la práctica uno y tres para demostrar las características
morfológicas y reproductoras de este grupo, para esto apóyate en el documento guía que te permita
hacer un planteamiento adecuado del experimento que vas a realizar. Además el laboratorísta te
proporcionará los equipos y materiales necesarios para tu trabajo de laboratorio, ten en cuenta que:
¡ES UN TRABAJO MULTIDISCIPLINARIO!
b) Presentación del informe final, que comprenderá:
i. El diario científico escrito en el manual.
ii. Elaboración de esquemas de las estructuras observadas.
iii. La toma de fotografías es muy importante para la presentación final de tu trabajo.
RECUERDA, LO MÁS IMPORTANTE ES QUE DES RIENDA SUELTA A TU
CREATIVIDAD. ¡DISFRUTA DE TU INVESTIGACIÓN!
123

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1. INTRODUCCIÓN
División: MARCHANTIOPHYTA
El gametofito de las hepáticas puede ser taloso o folioso presenta simetría dorsiventral, con
rizoides unicelulares (Fig. 1).
Gametofito taloso edáfico Gametofito taloso epilítico Gametofito folioso epífito
Rizoides
Figura 1. Tipos morfológicos y estructura del gametofito en hepáticas
El gametofito de las formas talosas presenta con frecuencia ramificaciones dicotómicas
(bifurcadas) y son uni o pluriestratificadas. Los gametangios se localizan en estructuras
especiales sobre el gametofito, o bien, sobre pedúnculos notablemente alargados denominados
anteridióforos y arquegonióforos (Fig. 2). Su reproducción asexual más común es por yemas
localizadas en el interior de conceptáculos especiales sobre el gametofito (Fig. 3).
124

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Cara dorsal: células fotosintetizadoras
Rizoides
Cuerpos oleíferos
Anteridióforos
Corte transversal del cuerpo pluriestratificado
Arquegonióforos
Poros
Cara dorsal de la lámina con poros
Figura 2. Gametangios (gametóforos) en las hepáticas
Cámaras airíferas
Anteridios
Corte longitudinal del
anteridióforo
Arquegonio
Corte transversal del arquegonióforo
125

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El esporofito de las hepáticas talosas no es evidente o bien no es común que se localice,
cualquiera que sea el caso, este presenta un pie, seta, cápsula, eláteres higroscópicos, esporas y
una caliptra basal, en algunas situaciones se llega a detectar un pequeño opérculo interno (Fig. 4).
Esporofito
desarrollado
Conceptáculos Yemas o gémulas
Corte longitudinal de un
conceptáculo, formación de
yemas
Yema con rizoides
Figura 3. Estructuras reproductoras asexuales en hepáticas talosas
Caliptra
Seta
Pie
Esporas
Cápsula
Opérculo
Eláteres
Figura 4. Estructura del esporofito de hepáticas talosas
126

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El gametofito folioso presenta filidios (hojitas) en dos hileras a los lados del caulidio (tallito),
cuya inserción es una característica de valor taxonómico (Fig. 5).
Lóbulo
dorsal
Lóbulo
ventral
Anfigastros
Filidios
(hojitas)
Caulidio
(tallito)
A-B: Transversa; C-D: Sucuba simple; E-F: Sucuba
transversa con inserción transversa adaxial; G-H:
Sucuba compleja bilobada; I-J: Incuba simple; K-L:
Incuba compleja bilobada
Figura 5. Estructura de las hepáticas foliosas
Tipos de inserción transversal y oblicua
de hojitas en hepáticas foliosas
Frecuentemente los filidios están lobulados, emarginados, monoestratificados, con células
isodiamétricas, cuerpos oleíferos y trígonos o espesamientos angulares de las paredes celulares
(Fig.6).
127

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Este grupo es la clase de briofitas más simples y menos adaptadas al medio terrestre, algunas son
totalmente acuáticas, en el caso de la mayoría de las foliosas se consideran epífitas de trocos,
ramas y hojas de árboles, principalmente de bosques tropicales lluviosos.
2. OBJETIVO
Cloroplastos
Trígono
s
Analizar las características morfológicas distintivas de las hepáticas en su fase esporofítica y
gametofítica, además de reconocer algunas de las estructuras reproductoras.
3. MATERIALES Y EQUIPO
Microscopio compuesto Lugol
Microscopio estereoscópico Azul de metileno
Porta y cubreobjetos Papel higiénico
Aguja y pinzas de disección Papel seda o algodón
Navaja de rasurar nueva
MATERIAL BIOLÓGICO: ejemplares colectados
4. DESARROLLO DE LA PRÁCTICA
Células isodiamétricas
Figura 6. Estructuras de las células en hepáticas foliosas
Para esta parte se recomienda utilizar la práctica uno y tres para demostrar las características
morfológicas y reproductoras de este grupo, para esto apóyate en el documento guía que te permita
hacer un planteamiento adecuado del experimento que vas a realizar. Además el laboratorísta te
proporcionará los equipos y materiales necesarios para tu trabajo de laboratorio, ten en cuenta que:
¡ES UN TRABAJO MULTIDISCIPLINARIO!
b) Presentación del informe final, que comprenderá:
iv. El diario científico escrito en el manual.
Cuerpos oleíferos
128

MANUAL BOTÁNICA I FAC. BIOLOGÍA
v. Elaboración de esquemas de las estructuras observadas.
vi. La toma de fotografías es muy importante para la presentación final de tu trabajo.
RECUERDA, LO MÁS IMPORTANTE ES QUE DES RIENDA SUELTA A TU
CREATIVIDAD. ¡DISFRUTA DE TU INVESTIGACIÓN!
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1. INTRODUCCIÓN
División: BRYOPHYTA
Esta clase presenta gametofito folioso diferenciado en hojitas (filidios), tallito (caulidio) y
rizoides (Fig. 1).
Filidios
Rizoide
Caulidio
Figura 1. Tipos de gametofitos y sus principales estructuras
Los filidios son monoestratificados y se acomodan en 3, 4 ó 5 filas alrededor del caulidio, el
margen de los filidios puede ser entero, aserrulado o dentado (Fig. 2), las células de éstos
presentan formas variada y son las estructuras morfológicas de mayor importancia taxonómica en
los musgos; los rizoides son pluricelulares.
130

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Aserrulado Aserrulado
Dentado Liso
Figura 2. Forma de los filidios (costa y margen)
Los filidios pueden con frecuencia presentar COSTA equiparable a la nervadura central de las
hojas verdaderas y la cual puede ser: ancha, estrecha, corta, larga y con o sin lamelas, además de
PAPILAS o engrosamientos de la pared celular de forma característica y tamaño variado,
LAMELAS o placas de células verdes que se localizan en la porción ventral de la costa (Fig. 3).
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Lamelas
Papilas
Corte transversal del filidio
Costa
Figura 3. Costa, papilas y lamelas en los filidios de
musgos
Las estructuras reproductoras se localizan en las puntas de las ramas, protegidos por un grupo de
hojitas no fusionadas PERIQUECIO para el conjunto de arquegonios y PERIGONIO para el
grupo de anteridios, los mismos se pueden observar antes de la formación del esporofito y
filamentos estériles llamados PARAFISOS (Fig. 4).
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Perigonios
Periquecios
Arquegonios
Figura 4. Estructuras reproductoras del gametofito
Anteridios
Corte longitudinal de un perigonio
Corte longitudinal del periquecio
El esporofito es dependiente del gametofito y no fotosintetizador, el cual esta constituido por un
PIE, SETA y CAPSULA, ésta última de forma variada y presenta una APOFISIS o
engrosamiento basal, una URNA que es el receptáculo esporígeno, una COLUMELA como
prolongación de la seta en el interior de la cápsula, un PERISTOMA o abertura de la cápsula con
dientes en el márgen para facilitar la liberación de las esporas, un OPERCULO o tapa que cubre
el peristoma y una CALIPTRA protectora sobre el opérculo (Fig. 5). Dentro de la clase
Bryopsida, el orden Bryales incluye la mayoría de los musgos.
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Esporofito
Cápsula
Seta
Caliptra
Urna
Urna
Formas de las cápsulas
Figura 5. Estructura del esporofito
Anillo
Dientes
Opérculo
Esporas
134

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2. OBJETIVO
Analizar las características morfológicas distintivas de los musgos en su fase esporofítica y
gametofítica, además de reconocer algunas de las estructuras reproductoras.
3. MATERIALES Y EQUIPO
Microscopio compuesto Lugol
Microscopio estereoscópico Azul de metileno
Porta y cubreobjetos Papel higiénico
Aguja y pinzas de disección Papel seda o algodón
Navaja de rasurar nueva
MATERIAL BIOLÓGICO: ejemplares colectados
4. DESARROLLO DE LA PRÁCTICA
Para esta parte se recomienda utilizar la práctica uno y tres para demostrar las características
morfológicas y reproductoras de este grupo, para esto apóyate en el documento guía que te permita
hacer un planteamiento adecuado del experimento que vas a realizar. Además el laboratorísta te
proporcionará los equipos y materiales necesarios para tu trabajo de laboratorio, ten en cuenta que:
¡ES UN TRABAJO MULTIDISCIPLINARIO!
b) Presentación del informe final, que comprenderá:
vii. El diario científico escrito en el manual.
viii. Elaboración de esquemas de las estructuras observadas.
ix. La toma de fotografías es muy importante para la presentación final de tu trabajo.
RECUERDA, LO MÁS IMPORTANTE ES QUE DES RIENDA SUELTA A TU
CREATIVIDAD. ¡DISFRUTA DE TU INVESTIGACIÓN!
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