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Helmholtz-Gemeinschaft

Einflussfaktoren auf die Stabilität und Aktivität der ... - JuSER

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Material & Methoden<br />

Alle Puffer wurden sterilfiltriert und entgast.<br />

Säulenvolumen: 12 ml (5 L Kulturen, Kapitel 3.3.3) und 61 ml (Hochzelldichtekultivierung, Kapitel 3.3.4)<br />

Flussrate: 1-3 ml/min<br />

Die Reinigung rekombinanter C- oder N-terminaler Hexahistidin-Fusionsproteine erfolgte<br />

unter nativen Bedingungen mittels immobilisierter Metallaffinitätschromatographie (IMAC;<br />

(Porath et al., 1975). Das Prinzip der IMAC beruht auf einer stabilen Interaktion von Ni 2+ -<br />

Ionen und Nitrilotriessigsäure- (NTA)-Liganden, welche auf einer Agarosematrix<br />

immobilisiert sind. Die Ni 2+ -Ionen können im Austausch gegen Wasser mit zwei<br />

Histidinresten interagieren und so zwei Fusionsproteine binden (Hochuli, 1988, Janknecht et<br />

al., 1991). Gebundene Proteine können durch die Protonierung der interagierenden<br />

Aminosäureketten oder durch Metall-bindende Liganden, wie Imidazol (Teil der Histidin-<br />

Seitenkette), eluiert werden. Zu Beginn einer Reinigung wurde eine Ni 2+ -NTA-Säule mit dem<br />

2-3 fachen Volumen Äquilibrierungspuffer gespült. Anschließend wurde der Rohextrakt<br />

aufgetragen. Nach Bindung des Zielproteins an die Ni 2+ -NTA-Matrix wurden ungebundene<br />

Proteine mit Äquilibrierungspuffer von der Säule gespült (Durchlauf). Durch die<br />

anschließende Waschpufferspülung mit geringer Imidazolkonzentration wurden unspezifisch<br />

gebundene Proteine von der Ni 2+ -NTA-Matrix eluiert. Die gebundenen Proteine wurden mit<br />

Elutionspuffer und dem darin enthaltenen Imidazol von der Matrix verdrängt. An diese<br />

Reinigung schloss sich direkt eine Entsalzung durch Größenauschlusschromatographie<br />

(Kapitel 3.6.2) an, um das Imidazol aus der Proteinfraktion zu entfernen. Anschließend<br />

wurden die einzelnen Fraktionen mittels Bradford auf ihren Proteingehalt (Kapitel 3.5.2) und<br />

auf ihre Aktivität (Kapitel 3.9.1) hin untersucht.<br />

3.6.2 Größenausschlusschromatographie mittels Sephadex G-25 Matrix<br />

Entsalzungspuffer pH 6,5-7:<br />

10 mM Kpi<br />

2,5 mM MgSO 4<br />

0,1 mM ThDP<br />

Alle Puffer wurden sterilfiltriert und entgast.<br />

Säulenvolumen: 1 L<br />

Flussrate: 5-15 ml/min<br />

Probenvolumen: 20-100 ml<br />

Die zuvor gereinigten Enzyme (Kapitel 3.6.1) wurden direkt im Anschluss mit Hilfe einer<br />

G-25 Matrix (GE Healthcare, München, Deutschland) entsalzt. Die Säule wurde mit dem 1,5-<br />

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