Helmholtz-Gemeinschaft

Material & Methoden
3.3 Kultivierung von Bakterienstämmen
3.3.1 Nährmedien
LB-Medium (Sambrook & Russell, 2001):
10 g/L Trypton oder Pepton
10 g/L Natriumchlorid
5 g/L Hefeextrakt
LB-Platten:
15 g/L Agar
Alle Flüssig- und Festmedien wurden 20 min bei 121°C und einem Druck von 200 kPa
autoklaviert. Für die Anzucht der Bakterienstämme unter Plasmid-kodiertem Selektionsdruck
wurde hitzelabiles Ampicillin [100 μg/ml] oder Kanamycin [50 μg/ml] vor der Verwendung
sterilfiltriert (Membranfilter, Porendurchmesser ≤ 0,2 μm, Schleicher & Schüll, Dassel) und
dem autoklaviertem Medium bei einer Temperatur ≤ 60 °C zugesetzt.
3.3.2 Kultivierung von Flüssig- und Plattenkulturen
E. coli-Zellen wurden immer frisch mit dem jeweiligen Plasmid transformiert (Kapitel 3.4.5),
mittels Drigalski-Spatel auf LB-Platten ausgestrichen und über Nacht bei 37 °C inkubiert.
Bakterienstämme mit Plasmid-kodierender Antibiotikaresistenz wurden unter entsprechendem
Selektionsdruck kultiviert. Kulturmengen bis zu 5 ml wurden in sterilen Reagenzgläsern,
größere Kulturmengen in Erlenmeyerkolben bei 30 °C – 37 °C und 120 Upm über Nacht
inkubiert.
3.3.3 Kultivierung von Proteinexpressionskulturen
Proteinexpressionskulturen wurden in 1 L LB-Medium (Kapitel 3.3.1) in 5 L Erlenmeyerkolben
angezogen. Kulturen in kleinem Maßstab (10 ml) wurden in 50 ml Erlenmeyerkolben
angezogen. Die Kulturen wurden auf eine OD 600 von 0,05 – 0,2 aus einer Vorkultur inokuliert
und bei 37 °C und 120 Upm inkubiert. Die Induktion der Expression erfolgte bei einer OD 600
von 0,3 – 0,7 durch Zugabe von 1 mM IPTG. Anschließend wurden die Kulturen für 4 – 17 h
bei 30 °C - 37 °C bis zur Zellernte im Schüttler inkubiert.
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