69-72 - Polskie Stowarzyszenie Biomateriałów

86 tkanki na ekstrakcję polipeptydów wysokocząsteczkowych.
Nie wykazano także istotnych różnic jakościowych w profilach
elektroforetycznych tkanek trawionych PN: natywnej
(Rys.1, ścieżka 2) i poddanej działaniu P (Rys.1, ścieżka
4), jakkolwiek traktowanie tkanek P przyczyniało się do
zmniejszenia ich podatności na ekstrakcję polipeptydów o
dużych masach cząsteczkowych. W obydwóch przypadkach
ujawniono brak polipeptydów o średnich i niskich masach
cząsteczkowych.
Profil elektroforetyczny trawionej tkanki natywnej ujawnia
brak lub jedynie ślady polipeptydów o średnich lub małych
masach cząsteczkowy, natomiast w przypadku tkanek stabilizowanych
za pomocą TA polipeptydy te były widoczne
po trawieniu PN (Rys.1, ścieżki 6,8,10). Ponieważ oddziaływanie
PN na badany materiał tkankowy hamowano przez
jego trzykrotne płukanie w wodzie, podczas tego etapu doświadczenia
mogło dochodzić do elucji polipeptydów nisko- i
średniocząsteczkowych. W przypadku tkanek natywnych
lub w przypadku tkanek, w których nie osiągnięto efektu
stabilizacji lub był on nieznaczny, następowała utrata tych
polipeptydów. Warto podkreślić, że profile elektroforetyczne
polipeptydów wyekstrahowanych z tkanek stabilizowanych
za pomocą TA nie wykazują istotnego wpływu trawienia PN
na ich skład jakościowy, w porównaniu z tkankami nietrawionymi.
Fakt ten świadczy o efekcie stabilizacji struktury
tkanki przez TA (Rys.1, ścieżki 5,7 i 9).
Wnioski
Badania elektroforetyczne tkanek umożliwiły udowodnienie
efektu ich stabilizacji po sieciowaniu za pomocą
kwasu taninowego (TA), a także po działaniu penicyliny (P)
i TA, czego skutkiem było zmniejszenie podatności tkanek
na ekstrakcję polipeptydów za pomocą SDS i NaCl, oraz
na trawienie PN. Podatność tkanek na ekstrakcję białek i
trawienie enzymatyczne jest odwrotnie proporcjonalna do
efektu stabilizacji tkanek.
Podziękowania
Praca finansowana przez Śląski Uniwersytet Medyczny.
line 7), and also P and TA (Fig.1, line 9) were observed.
However, sterilization with P of TA-cross-linked tissue resulted
in the increase of tissue susceptibility to extraction of
high molecular polypeptides. No significant qualitative differences
in electophoretic profiles of PN-digested tissues: native
(Fig.1, line 2) and P-treated (Fig.1, line 4) were noted.
Nevertheless, the tissues treatment with P contributed to
the decrease of their susceptibility to the extraction of high
molecular polypeptides. A lack of low- and middle-molecular
polypeptides was revealed in both cases.
Electrophoretic profile of PN-digested tissue reveals the
lack or only remainders of middle- and low-molecular weight
polypeptides, whereas these polypeptides were visible after
PN-digestion in case of TA-stabilized tissues (Fig.1, lines 6,
8 and 10). Since the influence of PN on tested tissue materials
was inhibited by three-fold rinsing in water, during this
stage of experiment the elution of low- and middle-molecular
weight polypeptides might have taken place. In case of native
tissues and tissues, in which the stabilization was not
reached or was not significant, the loss of these polypeptides
followed. It is worth stressing that electrophoretic profiles
of polypeptides extracted from TA-stabilized tissues do
not show the influence of PN-digestion on their qualitative
content as compared with non digested tissues. This fact
proves the stabilization of the tissue structure by TA (Fig.1,
lines 5,7 and 9).
Conclusions
Electrophoretic examinations of tissues proved their
stabilization after cross-linking by TA, and also after the
treatment with penicillin (P) and TA, with resulting decrease
in the tissues susceptibility to SDS/NaCl extraction of
polypeptides, and PN-digestion. The tissues susceptibility
to proteins extraction and enzymatic digestion is inversely
proportional to the tissues stabilization effect.
Acknowledgments
This work was financially supported by Medical University
of Silesia
Piśmiennictwo
[1] Gall KL, Smith SE, Willmette CA, O’Brien MF. Allograft heart
valve viability and valve-processing variables. Ann Thorac Surg
1998, 65: 1032-8
[2] Schmidt CE, Baier JM. Acellular vascular tissues: natural biomaterials
for tissue repair and tissue engineering. Biomaterials,
2000, 21: 2215-31
[3] Cwalina B, Turek A, Nożyński J, Jastrzębska M, Nawrat Z.
Structural changes in pericardium tissue modified with tannic acid.
Int J Artif Organs 2005, 28: 648-53
[4] Laemmli UK. Cleavage of structural proteins during the assembly
of the head of bacteriophage T4. Nature 1970, 227: 680-5
[5] Gavin JB, Barratt-Boyes BG, Hitchcock GC, Herdson PB.
Histopathology of “fresh” human aortic valve allografts. Thorax
1973, 28: 482-7
References
[6] Gavin JB, Monro JL. The pathology of pulmonary and aortic
valve allografts used as mitral valve replacements in dogs. Pathology
1974, 6: 119-27
[7] Anderegg U, Wilczek A, Haustein UF. Penicill
i n G d o e s n o t a l t e r c o l l a g e n t y p e I m e t a b o l i s m
of dermal fibroblasts in culture. Dermatology 2000, 200: 111-4
[8] Strickett MG, Barratt-Boyes BG, MacCulloch D. Disinfection of
human heart valve allografts with antibiotics in low concentration.
Pathology 1983, 15: 457-62
[9] Moore MA, Chen WM, Phillips RE, Bohachevsky IK, McIlroy BK.
Shrinkage temperature versus protein extraction as a measure of
stabilization of photooxidized tissue. J Biomed Mater Res 1996,
32: 209-14