Natural Attenuation - Carl von Ossietzky Universität Oldenburg

Eignung von Mikrokosmen zur Bewertung von
Selbstreinigungsprozessen (Natural Attenuation) im
Grundwasser eines ehemaligen Kokereigeländes
Suitability of micrososm experiments for the evaluation of
natural attenuation at a former coking plant site
angenommene Dissertation
von der Fakultät für Mathematik und Naturwissenschaften der Carl von
Ossietzky Universität Oldenburg zur Erlangung des Grades und Titels
einer Doktorin der Naturwissenschaften (Dr. rer. nat.)
von Anne-Marie Berghoff
geboren am 13.09.1977 in Düsseldorf

Gutachter: Prof. Dr. Heribert Cypionka
Zweitgutachter: Prof. Dr. Bernd Mahro
Tag der Disputation: 05.05.2008

Danksagung
Ich möchte mich an dieser Stelle bei all denen bedanken, die durch ihre Unterstützung zum
Gelingen der Arbeit beigetragen haben:
Herrn Prof. H. Cypionka danke ich sowohl für die Übernahme des Erstgutachtens, die stete
Bereitschaft und das Angebot zur Auseinandersetzung mit dem Thema und meinen Fragen
als auch für die Gestaltungsfreiheit.
Bei Herrn Prof. B. Mahro möchte ich mich ganz herzlich für die Betreuung der Arbeit und
das Vertrauen bedanken, mir die Durchführung des Projektes und gleichzeitig den Freiraum
für eigene Vorstellungen zu überlassen. Seine konstruktiven Auseinandersetzungen und
Hinweise hatten einen wesentlichen Beitrag für den Fortschritt der Arbeit.
Dem BMBF danke ich für die finanzielle Unterstützung im Rahmen des KORA-Projektes
(Förderkennzeichen 02WN0436). Ebenso gilt ein besonderer Dank allen KORA-Akteuren,
insbesondere denen des Themenverbundes 2. Die konstruktive Zusammenarbeit und der
inhaltliche Austausch haben mich während der Projektlaufzeit gut begleitet und gefördert.
Dem Umwelttechnischen Labor Dr. Reinhard Wienberg möchte ich für die Durchführung
der Versuche mit den radioaktiv markierten Substanzen als auch für den intensiven
inhaltlichen Austausch danken. Dem Ingenieurbüro Wessling danke ich für die Leitung des
Projektes am Standort Castrop-Rauxel und die zuverlässige Zusammenarbeit, besonders im
Hinblick auf die Bereitstellung von Proben und Daten.
Besonders dankbar bin ich allen Freunden und Kollegen für ihre moralische Unterstützung,
die Motivation und die persönliche Begleitung, die mir während der gesamten Zeit sehr
wertvoll geworden ist.
Ein herzliches Dankeschön an alle ISU- und ISTAB-Kollegen an der Hochschule Bremen
für die nette Arbeitsatmosphäre und die stete Hilfsbereitschaft. Besonders ans Herz
gewachsen ist mir die „AB-Kaffeerunde“, die immer für eine erfolgreiche Ablenkung und
eine Bereicherung abseits fachlicher Aspekte gesorgt hat.
Bei der Technischen Assistentin Raika Himmelsbach und zahlreichen studentischen
Hilfskräften möchte ich mich für die tatkräftige Unterstützung im Labor bedanken.
Ich danke der Arbeitsgruppe Paläomikrobiologie der Universität Oldenburg für die
Offenheit und die herzliche Aufnahme als „externe Doktorandin“.
„Vielen Dank“ allen fleißigen Korrekturlesern für die gewissenhafte Durchsicht und die
Mühe und Zuverlässigkeit. Eure Verbesserungsvorschläge und Hinweise haben mir sehr
geholfen und mir Sicherheit gegeben.
Ein besonderer Dank gilt meiner Familie, die mich immer und in jeder Hinsicht unterstützt
hat.

Inhaltsverzeichnis
1 EINLEITUNG .......................................................................................................... 1
1.1 Stellenwert von Natural Attenuation (NA) in der Grundwassersanierung ...................... 1
1.2 Im Rahmen der Arbeit untersuchte NA-Prozesse ............................................................. 4
1.2.1 Die Stoffgruppen der BTEX und der PAK ............................................................................. 4
1.2.2 Mikrobieller Abbau von PAK und BTEX .............................................................................. 5
1.2.3 Schadstofftransformation durch Bildung nicht-extrahierbarer Rückstände ............................ 7
1.3 Methoden zum Nachweis von NA-Prozessen ..................................................................... 8
1.3.1 Die Mikrokosmen-Technik .................................................................................................... 8
1.3.2 Einsatzmöglichkeiten im Rahmen von NA-Untersuchungen .................................................. 9
1.4 Zielsetzung dieser Arbeit ................................................................................................... 10
2 MATERIAL UND METHODEN ............................................................................. 12
2.1 Untersuchungsstandort: Zechenbrache Victor 3/4 in Castrop-Rauxel ......................... 12
2.1.1 Historie der Fläche ............................................................................................................... 12
2.1.2 Geologie, Hydrolgeologie und Kontamination ..................................................................... 13
2.1.3 Sanierungsmaßnahmen und KORA-Projekte ....................................................................... 14
2.1.4 Untersuchungsmaterial ......................................................................................................... 15
2.2 Durchführung der Mikrokosmenversuche ...................................................................... 16
2.2.1 Mehrfachbeprobte Mikrokosmenversuche mit Grundwasser und Sediment ........................ 17
2.2.2 Einfachbeprobte Mikrokosmen mit Grundwasser und Sediment ......................................... 18
2.2.3 Mehrfachbeprobte Mikrokosmen mit Grundwasser ............................................................. 19
2.2.4 Mehrfachbeprobte Mikrokosmen mit Sediment ................................................................... 19
2.2.5 Versuchsreihen zur Betrachtung von Interaktionen (Fe(III)/ SO4 2- ) ..................................... 20
2.2.6 Versuche zur Bestimmung des ENA-Potenzials ................................................................... 21
2.2.7 Mikrokosmen zur Betrachtung kometabolischer Effekte ..................................................... 22
2.2.8 14 C-Mikrokosmen ................................................................................................................. 23
2.2.9 Technische Durchführungsaspekte: Vergiftung, Gefäß, Headspace .................................... 25
2.2.10 Auswertung der Mikrokosmenversuche ............................................................................... 26
2.3 Analysenverfahren ............................................................................................................. 28
2.3.1 Ionenchromatografische Bestimmung von Sulfat und Nitrat ............................................... 28
2.3.2 Eisenanalytik: Fe 2+ und Gesamteisengehalte ........................................................................ 28
2.3.3 Bestimmung des Redoxpotenzials ........................................................................................ 29
2.3.4 PAK-Analytik ....................................................................................................................... 30
2.3.5 BTEX-Analytik .................................................................................................................... 32
2.3.6 14 C-Analysentechniken ......................................................................................................... 32
2.4 Bestimmung der Gesamtzellzahlen ................................................................................... 39

Inhaltsverzeichnis v
3 ERGEBNISSE ....................................................................................................... 41
3.1 Bestimmung des anaeroben Abbaupotenzials am Standort ........................................... 41
3.1.1 Abbau von BTEX-Komponenten ......................................................................................... 41
3.1.2 PAK-Abbau .......................................................................................................................... 42
3.1.3 Abbauraten – standortnahe Bedingungen ............................................................................. 44
3.1.4 Elektronenakzeptornutzung beim Schadstoffabbau und Entwicklung des
Redoxpotenzials ................................................................................................................... 45
3.1.5 Anaerobe Mineralisierung der 14 C-Testsubstanzen .............................................................. 47
3.1.6 Gesamtzellzahlen im Standortwasser ................................................................................... 49
3.1.7 Abhängigkeit des Abbaupotenzials von Ausgangskonzentrationen und
Begleitschadstoffen .............................................................................................................. 51
3.2 Schadstoffminderung durch Festlegungs- und Sorptionsprozesse ................................. 53
3.2.1 Sorption - extrahierbare Fraktion ......................................................................................... 53
3.2.2 Bildung nicht-extrahierbarer Rückstände ............................................................................. 55
3.3 Gesamtbilanzierung des Schadstoffverbleibs im anaeroben Sediment ......................... 56
3.4 Ergebnisse zum Prozessverständnis bzw. zum Einfluss von Milieubedingungen ......... 58
3.4.1 Eisen- und Sulfatreduktion ................................................................................................... 58
3.4.2 Einfluss organischen Materials auf den Verbleib von 14 C-Naphthalin und 14 C-
Phenanthren .......................................................................................................................... 60
3.4.3 Kometabolische Effekte ....................................................................................................... 62
3.5 ENA-Potenzial ..................................................................................................................... 63
3.5.1 Aerobe Abbauversuche ........................................................................................................ 63
3.5.2 Zugabe von Nährstoffen oder von Nitrat als Elektronenakzeptor ........................................ 64
3.5.3 Vergleich verschiedener ENA-Szenarien .............................................................................. 65
3.6 Bewertung verschiedener Aspekte der Mikrokosmendurchführung ............................ 66
3.6.1 Material, Probenahmestrategie und Reproduzierbarkeit ...................................................... 66
3.6.2 Abiotische Kontrollen .......................................................................................................... 70
3.6.3 Verluste durch Verflüchtigung ............................................................................................. 72
3.6.4 Anaerobe Inkubation / Lagerung .......................................................................................... 73
4 DISKUSSION ........................................................................................................ 75
4.1 Anaerobes Abbaupotenzial ................................................................................................ 75
4.1.1 Abbau in den Mikrokosmen ................................................................................................. 75
4.1.2 Beitrag von FeIII und SO4 2- zum anaeroben Schadstoffabbau ............................................. 78
4.1.3 Bilanzierung der Elektronenakzeptornutzung (FeIII, SO4 2- ) in den Mikrokosmen .............. 80
4.1.4 Gesamtzellzahlen als Indikator biologischer Aktivität ......................................................... 80
4.2 Schadstoffminderung durch Bildung nicht-extrahierbarer Rückstände ...................... 81
4.2.1 Einfluss der Zugabe organischer Substanz ........................................................................... 84
4.3 Bedeutung und Bilanzierung der NA-Prozesse ................................................................ 85

Inhaltsverzeichnis vi
4.4 ENA-Potenzial ..................................................................................................................... 86
4.4.1 Wirkung der Zugabe von Sauerstoff auf den Schadstoffabbau ............................................ 86
4.4.2 Wirkung der Zugabe von Nitrat auf den Schadstoffabbau ................................................... 88
4.4.3 Wirkung der Zugabe von Eisen auf den Schadstoffabbau .................................................... 89
4.4.4 Wirkung der Zugabe von Nährstoffen auf den Schadstoffabbau .......................................... 89
4.4.5 Zusammenfassende Bewertung der möglichen ENA-Maßnahmen ....................................... 90
4.5 Methodische Aspekte bei der Durchführung von Mikrokosmenverschen .................... 90
4.5.1 Auswahl der Probenahmestellen im Gelände ....................................................................... 90
4.5.2 Material ................................................................................................................................ 91
4.5.3 Probenahmestrategie ............................................................................................................ 92
4.5.4 Reproduzierbarkeit ............................................................................................................... 93
4.5.5 Herstellung vergifteter Kontrollansätze ................................................................................ 93
4.5.6 Verflüchtigung ..................................................................................................................... 95
4.5.7 Zugabe von Schadstoffen ..................................................................................................... 96
4.5.8 Wiederfindung und versuchstechnische Aspekte der 14 C-Mikrokosmen ............................. 96
4.5.9 Empfehlungen zur künftigen Mikrokosmendurchführung ................................................... 97
4.6 Extrapolierbarkeit von Ergebnissen kleinskaliger Laborversuche auf den
Geländemaßstab ................................................................................................................. 98
4.6.1 Abbaupotenzial ..................................................................................................................... 98
4.6.2 Elektronenakzeptornutzung .................................................................................................. 99
4.6.3 Schadstofftransformation durch Sedimentbeteiligung und Bilanzierung von NA-
Prozessen ............................................................................................................................ 100
4.6.4 Abbauhemmung ................................................................................................................. 101
4.6.5 Abbauraten ......................................................................................................................... 101
4.6.6 Abschließdende Bewertung der Nutzbarkeit von Labor-Ergebnissen für die
Einschätzung von in situ-Prozessen ................................................................................... 103
4.7 Bewertung der Mikrokosmen als Instrument zur Einschätzung des NA-
Potenzials........................................................................................................................... 103
4.8 Ausblick ............................................................................................................................. 107
5 ZUSAMMENFASSUNG ...................................................................................... 108
6 ABSTRACT ........................................................................................................ 109
LITERATUR ................................................................................................................ 111
ANHANG .................................................................................................................... 127

Abbildungsverzeichnis
Abbildung 1: Tailing- und Rücklösungsphänomene, die charakterstisch für eine aktive
Sanierung mittels pump and treat sind (verändert nach Wiedemeier et al. 1999). ........ 2
Abbildung 2: Luftbild der Zechenbrache nach Abriss aller Industrieanlagen. Räumliche
Einordnung der Kontaminationszentren. ..................................................................... 12
Abbildung 3: PAK-Fahne im Dezember 2005 und Testfeld mit 15 Messstellen in drei
Beurteilungsebenen (BE1 bis BE3), sowie 2 zusätzlichen Beurteilungsebenen
(BE4, BE5) im weiteren Abstrom (links) (Frey et al. 2005). Übersichtsplan des
Testfeldes (rechts). ....................................................................................................... 15
Abbildung 4: Apparatur zum Aufschluss der Reaktorlösung zur Bestimmung des 14 C-CO2-
Anteils.......................................................................................................................... 34
Abbildung 5: Radioaktivität in den unterschiedlichen Fraktionen nach Säure (oben)- bzw-
Basenaufschluss (unten) der Reaktorlösung am Beispiel des Aufschluss eines
Naphthalin-Reaktors. ................................................................................................... 35
Abbildung 6: Verbrennungsapparatur zur Erfassung der nicht-extrahierbaren 14 C-
Schadstoffanteile im Sediment. ................................................................................... 38
Abbildung 7: Durchführung der Bestimmung von Gesamtzellzahlen. .............................................. 40
Abbildung 8: BTEX-Abbau in den Mikrokosmenversuchen (Mittelwerte und 2-fache
Standardabweichungen). .............................................................................................. 42
Abbildung 9: PAK-Abbau in den Mikrokosmenversuchen (Mittelwerte und 2-fache
Standardabweichungen). .............................................................................................. 43
Abbildung 10: Entwicklung der Elektronenakzeptoren in den mehrfach- und einfachbeprobten
Mikrokosmen mit Grundwasser und Sediment und in den
Grundwassermikrokosmen (Mittelwerte und 2-fache Standardabweichungen). ......... 45
Abbildung 11: Mikrokosmenansätze mit Grundwasser für die Probenahmestelle T9 (links), T10
(Mitte) und T14 (rechts) nach 305 Inkubationstagen. Biologisch aktive Ansätze
(links) und vergiftete Kontrollen (rechts). ................................................................... 46
Abbildung 12: Schadstoffabbau in den Versuchen mit radioaktiver Schadstoffmarkierung. .............. 48
Abbildung 13: Aufnahmen der fluoreszierenden Zellen nach DAPI-Färbung, links: Probe
T14M, rechts: Probe T14F, Objektiv-Vergrößerung: 1:100. ....................................... 50
Abbildung 14: Wiederfindungen der 14 C-Anteile in den Extrakten der dreistufigen Extraktion
der Reaktorsedimente. Bei der dritten Probenahme wurden die flüchtigen
Schadstoffanteile im Sediment gesondert untersucht. Diese Fraktion ist den
ersten beiden Extraktionsstufen zuzurechnen. ............................................................. 54
Abbildung 15: Verlauf der Bildung nicht-extrahierbarer Rückstände der eingesetzten
Radiochemikalien und des darüber hinausgehenden Festlegungspotenzials. .............. 56
Abbildung 16: Entwicklung der 14 C-Massenbilanzen für alle untersuchten Schadstoffe. ................... 57
Abbildung 17: Mikrokosmenversuche mit eingestellter Fe 3+ - und Sulfat-Reduktion oder mit
beiden Elektronenakzeptoren (Fe 3+ /SO4 2- ). .................................................................. 59
Abbildung 18: Einfluss der Zugabe von 0,3 bzw. 1% Braunkohle (BK) auf den Stoffumsatz von
14 C-Naphthalin. ............................................................................................................ 61

Abbildungsverzeichnis viii
Abbildung 19: Einfluss der Zugabe von 0,3 bzw. 1% Braunkohle (BK) auf den Stoffumsatz von
14 C-Phenanthren. .......................................................................................................... 62
Abbildung 20: Versuche zur Abschätzung des ENA-Potenzials: Nährstoffezugabe bzw. Zugabe
von Nitrat als Elektronenakzeptor; Probenahmestelle T14 (Mittelwerte und 2fache
Standardabweichungen). .................................................................................... 64
Abbildung 21: Vergleich der Entwicklung der Elektronenakzeptoren in den verschiedenen
Ansätzen der Probenahmestelle T9. (mehrfachbp. = mehrfachbeprobt, einfachbp.
= einfachbeprobt) ......................................................................................................... 67
Abbildung 22: Vergleich der Entwicklung der Naphthalinkonzentrationen in den verschiedenen
Mikrokosmenansätzen für die Probenahmestelle T10. ................................................ 68
Abbildung 23: Vergleich der Entwicklung der m-, p-Xylol-Konzentrationen in den Sediment-
Wasser-Ansätzen und in den Grundwasseransätzen der Probenahmestelle T14. ........ 69
Abbildung 24: Direkte Gegenüberstellung der Versuche zum Aspekt „Abbau durch Eisen- oder
Sulfatreduktion bzw. unter gemischten Bedingungen“. ............................................... 70
Abbildung 25: Verhältnisse der Peakflächen der Azid-Peaks zu den berechneten Peakflächen
von 100 mg/l Sulfat zur Einschätzung der Konzentrationsveränderungen der
Vergiftungssubstanzen. ................................................................................................ 71
Abbildung 26: Abiotische Verluste in den Mikrokosmen mit unterschiedlichen Headspace-
Volumina bzw. Gefäßen. ............................................................................................. 72
Abbildung 27: Vergleich der Abbauraten mit Raten 1. Ordnung aus der Literatur, die ebenfalls
in Laborversuchen unter anaeroben Bedingungen (z.T. nicht näher
charakterisiert, unter Fe(III)- und/oder SO4-Reduktion) bestimmt worden sind. ........ 77
Abbildung 28: Schematische Darstellung des Toluolabbaus mit Sulfat als Elektronenakzeptor
und paralleler abiotischer Reduktion von Eisen(III), die zur Oxidation und
Präzipitation von Sulfid führt. ..................................................................................... 79
Abbildung 29: Bildungsmechanismen, die zur Ausbildung von gebundenen Rückständen durch
Interaktion mit organischer Bodensubstanz führen (am Beispiel von Anthracen,
modifiziert nach Kästner et al. 1999). Breite Linien: Beitrag des mikrobiellen
Abbaus zur neR-Bildung, schmale Linien: Beitrag anderer
Bildungsmechanismen. ................................................................................................ 82
Abbildung 30: Vergleich des anaeroben und des aeroben Benzol- und Toluolabbaus der
Probenahmestelle T14. ................................................................................................ 86
Abbildung 31: Vergleich der aeroben Abbauraten mit Raten 1. Ordnung aus der Literatur. .............. 87
Abbildung 32: Auswahl der Probenahemstellen im Gelände (Kreise) auf Basis von
Vorkenntnissen über Redox- und Kontaminationszonen (verändert nach Schulze
und Tiehm 2003). ........................................................................................................ 91
Abbildung 33: Mikrokosmenversuche und Alternativmethoden zur Bestimmung des NA-
Potenzials. Die Möglichkeiten der Berücksichtigung natürlicher
Schadstoffminderungsprozesse in der Altlastenbearbeitung entspricht den
Empfehlungen des LABO-Positionspapiers (Müller et al. 2005). ............................. 105

Tabellenverzeichnis
Tabelle 1: Berechnete Standardpotenziale Eh für die Elektronenübergänge der wichtigsten
Elektronenakzeptorprozesse nach Schink (2006) (pH = 7). .......................................... 6
Tabelle 2: Übersicht über die Mikrokosmenansätze. .................................................................... 16
Tabelle 3: Mineralisches Grundnährmedium nach Cypionka und Pfennig (1986, zitiert in
AG Cypionka/ Paläomikrobiologie 2007). .................................................................. 22
Tabelle 4: Übersicht über die Radioaktiv-Mikrokosmen. ............................................................. 25
Tabelle 5: Bilanzierung von Elektronenakzeptoren und Schadstoffen, verändert nach Held
et al. (2007). ................................................................................................................ 27
Tabelle 6: Eigenschaften der verwendeten Radiochemikalien. .................................................... 33
Tabelle 7: Übersicht über die anaeroben Netto-Abbauraten 1. Ordnung [Tag -1 ] .......................... 44
Tabelle 8: Vergleich der Netto-Abbauraten [Tag -1 ] der Standort- und der Radioaktiv-
Mikrokosmen, Probenahmestelle T14. ........................................................................ 49
Tabelle 9: Übersicht über den Schadstoffabbau in den Ansätzen mit standortnahen
Bedingungen. GW = Grundwasser, Sed. = Sediment, mf =mehrfachbeprobt, ef
=einfachbeprobt. .......................................................................................................... 52
Tabelle 10: Vergleich der Netto-Abbauraten 1. Ordnung [Tag -1 ] der Ansätze mit
eingestellten Bedingungen der Eisen- und Sulfatreduktion mit den Netto-
Abbauraten der standortnahen Versuchsansätze. Probenahmestelle T14. ................... 60
Tabelle 11: Aerobe Netto-Abbauraten 1. Ordnung [Tag -1 ] im Vergleich zu den anaeroben
Raten der Grundwasserversuche. ................................................................................. 63
Tabelle 12: Vergleich der Netto-Abbauraten [Tag -1 ] unter verschiedenen ENA-Szenarien. .......... 65
Tabelle 13: Übersicht über die prozentualen abiotischen BTEX-Verluste nach 224
Inkubationstagen. HS = Headspace. ............................................................................ 73

Abkürzungen
AAS Atom-Absorptions-Spektrometrie
BBodSchG Bundesbodensschutzgesetz
BBodSchV Bundesbodenschutzverordnung
BE Beurteilungsebene
BK Braunkohle
BMBF Bundesministerium für Bildung und Forschung
Bq 1 Becquerel; SI-Einheit der Radioaktivität = Anzahl der Atome,
die pro Sekunde zerfallen [1 s -1 ]; 1Bq = 1 dps = 1 dpm
BTEX Summenbezeichnung für die Aromaten Benzol, Toluol,
Ethylbenzol und Xylole (m-Xylol, p-Xylol, o-Xylol)
CFU Colonie forming unit; Methode zur Bestimmung der Zahl aktiver Zellen
Corg
Gehalt organischer Substanz im Boden/ Sediment
dpm Disintegrations per minute = Zerfall pro Minute: Anzahl der Atome, die
in einem gegebenen Material innerhalb 1 Minute zerfallen; 1 pdm =
0,0167 dps
dps Disintegreations per second = Zerfall pro Sekunde; 1 dps = 1 Bq = 60
dpm
e -
Elektronen
EA Elektronenakzeptor
ef Einfach beprobt
Eh Redoxpotenzial gemessen oder umgerechnet gegen die
Normalwasserstoffelektrode
ENA Enhanced Natural Attenuation
EPA (U.S.) Environmental Protection Agency
EPA-PAK 16 ausgewählte PAK, die von US-EPA (amerikanische
Umweltbehörde) aufgrund der Häufigkeit ihres Auftretens und ihrer
Toxizität als prioritäre Substanzen bei der Untersuchung von
Altlastflächen vorgeschlagen werden
FID Flammenionisationsdetektor
GC Gaschromatograf
GW Grundwasser
Hepes 2-[4-(2-Hydroxyethyl)-1-piperazinyl]-ethansulfonsäure
HPLC High Performance Liquid Chromatography, Flüssigchromnatografie

Abkürzungen xi
kf-Wert Durchlässigkeitsbeiwert [m/s]
Konz. Konzentration
KORA Kontrollierter natürlicher Rückhalt und Abbau von Schadstoffen
bei der Sanierung kontaminierter Grundwässer und Böden,
Förderschwerpunkt des BMBF (Laufzeit 2002 – 2007)
LABO Bund/Länder Arbeitsgemeinschaft Boden
LEG Landesentwicklungsgesellschaft Nordrhein-Westfalen
log Kow
Oktanol-Wasser-Verteilungskoeffizient. Maß für die Polarität bzw.
Wasser-/Fettlöslichkeit der Chemikalie (positiv bei lipophilen und
negativ bei hydrophilen Substanzen).
log Koc Sorptionskoeffizient. Verteilungkoeffizient zwischen organischem
Kohlenstoff im Boden/Sediment und dem Wasser.
M Molar
Min/ Max Minimum/ Maximum
MG Molekuargewicht
MK Mikrokosmen
MNA Monitored Natural Attenuation; Maßnahme, bei der natürliche
Sebstreinigungseffekte zugelassen und überwacht werden
MPN Most Probable Number; Methode zur Bestimmung der
wahrscheinlichsten Zahl aktiver Zellen
MW Mittelwert
NA Natural Attenuation; Natürlicher Rückhalt und Abbau von
Schadstoffen
n.b. Nicht bestimmt
neR Nicht-extrahierbare Rückstände/ gebundene Rückstände/ nonextractable
residues
NLfB Niedersächsisches Landesamt für Bodenforschung
NMR Nuclear magnetic resonance = kernmagnetische Resonsnz
OSWER Office of Solid Waste and Emergency Response
PAK Polyzykliche Aromatische Kohlenwasserstoffe
PTFE Polytetrafluorethen
SPE Solid Phase Extraction = Festphasenextraktion, Verfahren der
Probenvorbereitung
Stabw Standardabweichung
T9, T10, T14 Untersuchte Probenahmestellen im untersuchten

Abkürzungen xii
Grundwasserleiter von Castrop-Rauxel
T9F….T14T Proben der unterschiedlichen Verfilterungstiefen der untersuchten
Probenahestellen: F = flach, M = mittel, T = tief
TC Gesamtkohlenstoff-Gehalte (total carbon)
TEA Terminaler Elektronenakzeptoren
TEAP Terminaler Elektronenakzeptorprozess
TIC Gesamte anorganische Kohlenstoffgehalte (total inorganic carbon)
TOC Gesamte organische Kohlenstoffgehalte (total organic carbon)
TS Trockensubstanz
US-EPA Amerikanische Umweltbehörde (US Environmental Protection
Agency)
WHG Wasserhaushaltsgesetz

1 Einleitung
1.1 Stellenwert von Natural Attenuation (NA) in der
Grundwassersanierung
In Deutschland waren im Jahre 1999 rund 304.000 Altlastenverdachtsflächen erfasst
(Müller und Rindfleisch 2004), bei denen größtenteils auch von einem
Grundwassergefährdungspotenzial auszugehen ist (Brunner 1995). Bereitschaft und
Vermögen der Sanierungspflichtigen, Privateigentümer oder Kommunen, die Kosten für
eine aktive Sanierung dieser Altlasten zu tragen sind meist gering, da die Sanierungs-
und Aufbereitungskosten i.d.R. den Verkehrswert der Flächen um ein Vielfaches
übersteigen (Kuyumucu et al. 2000, Müller und Rindfleisch 2004). Neben dem Problem
der immensen Kosten der Altlastenbearbeitung zeigte sich in der Vergangenheit zudem
häufig, dass traditionell angewandte, aktive Sanierungsmaßnahmen, nicht zum
gewünschten Sanierungserfolg führten. Beispielsweise bei der Anwendung von „pump
and treat“, einer on site-Technologie, bei der das Grundwasser abgepumpt, aufbereitet
und wieder in den Aquifer zurückgeführt wird, zeigte sich häufig, dass
Rücklösungsphänome nach Beenden der Pumpphase einsetzten. Zudem konnte meist in
niedrigen Schadstoff-Konzentrationsbereichen nur noch ein geringer Sanierungsfortschritt
erreich werden (tailing), so dass insgesamt ein Erreichen der
Sanierungszielwerte nicht möglich war (s. Abbildung 1, Wiedemeier et al. 1999). Durch
diese einschränkenden Effekte steht der technische und finanzielle Aufwand dieser
aktiven Sanierung in keinem vertretbaren Verhältnis zum damit erzielbaren Ergebnis
(„ewiges Pumpen“) (Stupp und Püttmann 2001, Steiner und Struck 2003, Willand 2005,
Michels et al. 2006).
Hinzu kommt, dass in einigen Schadensfällen der Aufwand einer Quellen- und
Herdsanierung derart aufwendig und kostenintensiv wäre, dass eine aktive Sanierung
hier als unverhältnismäßig anzusehen ist (Michels et al. 2006).
Aus diesen Gründen wurden in den letzten ca. 20 Jahren sog. Natural Attenuation (NA)-
Prozesse verstärkt in die Diskussion der Altlastenbearbeitung einbezogen.
Mit dem Begriff Natural Attenuation (= Natürlicher Rückhalt und Abbau von
Schadstoffen in Boden und Grundwasser) werden physikalische, chemische und
biologische Prozesse zusammengefasst, die im Boden oder Grundwasser zu einer
Reduktion von Masse, Toxizität, Mobilität, Volumen oder Konzentration der
Kontaminanten führen. Zu diesen Prozessen können Biodegradation, Dispersion,
Verdünnung, Sorption, Verflüchtigung oder andere chemische bzw. biologische
Vorgänge gehören, die zu einer Stabilisierung, Transformation oder Zerstörung der
Schadstoffe beitragen (U.S. EPA 1999).

Einleitung 2
Abbildung 1: Tailing- und Rücklösungsphänomene, die charakterstisch für eine aktive
Sanierung mittels pump and treat sind (verändert nach Wiedemeier et al. 1999).
Die Nutzung von NA soll eine kosteneffiziente Lösung sein, wenn es finanziell oder
technisch nicht möglich ist, Grundwasserverunreinigungen aktiv zu sanieren
(Azadpour-Keely et al. 1999, Müller und Rindfleisch 2004). Der Begriff Natural
Attenuation wurde in den USA geprägt, wo die damit verbundenen Prozesse bereits seit
Anfang der 70er Jahre als mögliche Sanierungsstrategie untersucht wurden (Schulze
2004). Seit Beginn der 90er Jahre wurden dort die Forschungen zur technischen
Anwendung stark vorangetrieben (Track et al. 1999, Stupp und Püttmann 2001, Schulze
2004). Die Anwendung von NA im Rahmen eines Langzeitmonitoringprogrammes
(MNA = Monitored Natural Attenuation) wurde in den USA 1999 durch die OSWER-
Directive 92004-17 (U.S. EPA 1999), eine politische Richtlinie und Vollzugshilfe ohne
Rechtsverbindlichkeit, grundlegend geregelt und durch weitere Protokolle und
Methoden zur Beurteilung der Nutzbarkeit von NA ergänzt (Müller und Rindfleisch
2004, Schulze 2004).
In Deutschland wurde die Diskussion um NA erst Ende der 90er Jahre aufgenommen
(Track 1999, Stupp und Püttmann 2001, Steiner 2003, Hessisches Landesamt für
Umwelt und Geologie 2004, Schulze 2004). Seitdem ist der Themenbereich „Natural
Attenuation“ Gegenstand zahlreicher Fachtagungen, Symposien und Expertengremien
(Müller und Rindfleisch 2004). Durch die Gründung des BMBF-Förderschwerpunktes
KORA wurde der Wissensstand und Arbeitsfortschritt der NA-Anwendung in
Deutschland maßgeblich forciert und mitgestaltet. Es bedurfte einer
naturwissenschaftlichen Auseinandersetzung mit dem Thema, einer rechtlichen
Einordnung und einer administrativen Handhabung. In der Verwaltungspraxis fehlten

Einleitung 3
insbesondere Entscheidungskriterien für die bewusste Nutzung von NA-Prozessen
(Steiner 2003, Steiner und Struck 2003, Müller und Rindfleisch 2004). Eine einheitliche
Regelung in Bezug auf die Anwendung von Natural Attenuation fehlt derzeit noch in
Deutschland (Schulze 2004), allerdings wurden auf Länderebene (Bayern, Baden-
Würtemberg, Hessen) und im Rahmen von Expertengremien bereits erste
Handlungsanweisungen zur Anwendung in den letzten Jahren entwickelt und
veröffentlicht (Rügner et al. 2001, Bayerisches Landesamt für Wasserwirtschaft 2004,
Hessisches Landesamt für Umwelt und Geologie 2004, Müller und Rindfleisch 2004,
Held et al. 2007). Besonders hervorzuheben sei in diesem Zusammenhang das LABO-
Positionspapier (Müller et al. 2005, 2006), welches seit seiner Veröffentlichung im
Jahre 2005 ein maßgeblicher Leitfaden für die Einbindung natürlicher Rückhalte- und
Abbauprozesse im Verwaltungsvollzug der Altlastenbearbeitung darstellt (Michels et al.
2006).
Im Zuge des Erkenntniszuwachses zum Thema Natural Attenuation hat sich in den
letzten Jahren ein Konsens darüber entwickelt, dass ein fundiertes Prozessverständnis,
belastbare Bewertungs- und Prognosemöglichkeiten und eine spätere Validierung der
Wirksamkeit der NA-Prozesse ganz wichtige Voraussetzungen für die bewusste
Nutzung dieser Selbstreinigungseffekte darstellen. Zudem sollte sichergestellt werden
können, dass die NA-Prozesse auch zu einer tatsächlichen und dauerhaften
Frachtverringerung eines Schadstoffs im Aquifer führen (destruktive Prozesse) und
nicht nur auf Konzentrationsverringerung durch (reversible) Sorption oder Verdünnung
beruhen (Track et al. 1999, Martus und Püttmann 2000, Hessisches Landesamt für
Umwelt und Geologie 2004, Michels et al. 2006). Die Erfüllung dieser Voraussetzung
ist von besonderer Bedeutung für das Erreichen einer Akzeptanz von Seiten des
Sanierungsverpflichteten, der Öffentlichkeit aber auch seitens der genehmigenden
Behörde, da eine mögliche Nutzung von NA zwar nach geltendem Bodenschutzrecht
(BBodSchG, BBodSchV) zulässig, i.d.R. aber ausschließlich dem Ermessen der
Behörde unterworfen ist (Track 1999, Brauner et al. 2002, Müller et al. 2005, Willand
2005, Michels et al. 2006).
Von der rechtlichen Einstufung her hat sich herauskristallisiert, dass NA in Deutschland
als Standortgegebenheit und nicht als Sanierungsmaßnahme auszulegen ist. Verknüpft
man diese Standortgegebenheiten mit einem Überwachungsgprogramm (MNA), so
spricht man zwar von einer Maßnahme aber weder von einem aktiven
Sanierungsverfahren noch von einer Schutz- und Beschränkungsmaßnahme (Steiner
2003, Steiner und Struck 2003, Müller et al. 2005). Erst wenn aktiv in die Prozesse
eingegriffen wird, um den natürlichen Schadstoffabbau durch Einbringen von
Substanzen zu initiieren oder zu steigern (ENA = Enhanced Natural Attenuation), dann
wird dieses Vorgehen nach § 2 Abs. 7 BBoSchG auch als in situ-Sanierungsmaßnahme
eingestuft (Steiner 2003, Steiner und Struck 2003, Bayerisches Landesamt für

Einleitung 4
Wasserwirtschaft 2004, Müller et al. 2005, 2006). ENA ist damit aber eine
erlaubnispflichtige Gewässernutzung im Sinne des WHG.
1.2 Im Rahmen der Arbeit untersuchte NA-Prozesse
1.2.1 Die Stoffgruppen der BTEX und der PAK
Um die wirksamen NA-Prozesse am Untersuchungsstandort bewerten zu können ist es
zunächst wichtig, die dort relevanten Schadstoffgruppen vorzustellen, da das NA-
Potenzial grundsätzlich stoffspezifisch ist. Die Schadstoffe, die am hier untersuchten
Standort von Bedeutung sind und im Rahmen dieser Arbeit hinsichtlich ihres NA-
Potenzials untersucht wurden, umfassen die Stoffgruppen der BTEX und der
Polyzyklischen Aromatischen Kohlenwasserstoffe.
Die Stoffgruppe der BTEX besteht aus den ausgewählten monoaromatischen
Verbindungen Benzol, Toluol, Ethylbenzol und (o, m, p-) Xylol. Zu den Polyzyklischen
Aromatischen Kohlenwasserstoffe (PAK) gehören Substanzen mit zwei oder mehr
kondensierten Benzolringen. In den meisten Fällen wird die Untersuchung auf 16
ausgewählte PAK-Komponenten der U.S.-EPA beschränkt. Die Substanzen der PAK
und der BTEX sind Bestandteile von Kohle, Rohöl und Mineralölprodukten (Lovley
2000, Harwood und Gibson 1997, Michels et al.2002, Morasch et al. 2004), so dass
über deren Nutzung und v.a. über die verschiedenen petrogenen Produktionszweige
(Gaswerke, Kokereien, Mineralölraffinerien) vielfältige Eintragspfade in die Umwelt
bestehen (Smith 1990, Cerniglia 1984, Michels et al. 2002). Lokal konzentrierte
Verunreinigungen treten somit häufig auf Kokerei- und Gaswerksgeländen durch
Leckagen, Produktionsunfälle oder kriegsbedingte Ereignisse auf (Michels et al. 2002,
Brunner 1995).
Die BTEX zeichnen sich durch eine gute Wasserlöslichkeit, einen hohen Dampfdruck
und ein mittleres Bindungsvermögen aus, was insgesamt zu einer eher guten
Abbaubarkeit und einer geringen Akkumulationstendenz führt (Wege 2005,
Landesumweltamt Brandenburg 2005). Die meisten PAK dagegen, insbesondere die
höherkernigen, sind nur in geringem Maße wasserlöslich, was eine überwiegend
schlechte Abbaubarkeit bedingt (Weissenfels et al. 1990, Kästner 2000, Michels et al.
2002). Zudem weisen sie eine hohe Tendenz zur Bio- und Geoakkumulation auf (Wege
2005). Detaillierte Angaben zu den physiko-chemischen Eigenschaften der BTEX und
PAK finden sich im Anhang. Aufgrund der teils toxischen, mutagenen und
kanzerogenen Eigenschaften (Cerniglia 1984, Kästner et al. 1993, Fritsche 1998,
Landesumweltamt Brandenburg 2005), dem häufigem Auftreten in der Umwelt als auch
der relativ leichten Nachweisbarkeit der 16 EPA-PAK und der BTEX wurden diese von
der US- Environmental Protection Agency als „priority pollutants“ eingestuft und

Einleitung 5
sollten als Leitsubstanzen zur Bewertung von Kontaminationen betrachtet werden
(Kästner 2000, Sutherland et al. 1995, Michels et al. 2002).
1.2.2 Mikrobieller Abbau von PAK und BTEX
Die Nutzung von Natural Attenuation im Rahmen von Grundwassersanierungsmaßnahmen
setzt im Wesentlichen voraus, dass neben anderen schadstoffmindernden
Prozessen auch eine tatsächliche Frachtminderung, z.B. durch mikrobiellen Abbau
stattfindet. Ein solcher Schadstoffabbau ist unter aeroben Bedingungen hinlänglich
beschrieben und sowohl für die Stoffgruppe der BTEX als auch für einige PAK-
Komponenten (2-4-Ring-PAK) belegt (Smith 1990, Cerniglia 1992, Kästner et al. 1994,
Fritsche 1998, Kästner 2000). Aufgrund der schlechten Sauerstofflöslichkeit bzw. der
langsamen Nachlieferung ins Grundwasser bei gleichzeitig hoher Zehrung durch die
vorhandenen Schadstoffkonzentrationen sind in den meisten kontaminierten
Grundwasserleitern allerdings anaerobe Verhältnisse vorherrschend.
Für die Bewertung natürlicher Selbstreinigungsprozesse im Untergrund ist es folglich
von wesentlich größerer Bedeutung, ob und in welchem Umfang auch anaerobe
Prozesse zum biologischen Abbau von BTEX und PAK-Komponenten im Aquifer
beitragen können. Ein anaerober Abbau von aromatische Kohlenwasserstoffen galt
allerdings bis in die 80er Jahre als unmöglich und umstritten (Schink 2000). Ab Mitte
der 80er wurden derartige Abbauprozesse jedoch verstärkt untersucht und auch
nachgewiesen, so dass heute alle BTEX-Komponenten und 2-bis 3-Ring-PAK unter
verschiedenen anaeroben Bedingungen als abbaubar gelten (Harwood und Gibson 1997,
Harwood et al. 1999, Heider et al. 1999, Lovley 2000, Spormann und Widdel 2000,
Zhang et al. 2000, Johnson et al. 2003). Die allgemeine Etablierung des anaeroben
Aromaten-Abbaus hatte zur Folge, dass NA für diese Substanzen als eine akzeptierte
Remediationsalternative in Frage kam (Spormann 2000). Dabei ist aber grundsätzlich zu
bedenken, dass der anaerobe Abbau meist um Größenordnungen langsamer ist als der
unter aeroben Bedingungen (Atlas 1981, Atlas und Bartha 1992).
Neben der vollständigen Mineralisierung ist ein kometabolischer Abbau ein weiterer
wichtiger Prozess für die Degradation von aromatischen Kohlenwasserstoffen. Hierbei
nutzen Mikroorganismen eine andere verfügbare Substanz als Kohlenstoff- und
Energiequelle, während die eigentlich zu betrachtende Verbindung nicht zielgerichtet
mitabgebaut wird (Horvath 1972, Mahro et al. 1994). Ein möglicher Grund für das
Auftreten kometabolischer Effekte liegt darin, dass die Substanzen selbst zu keiner
Enzyminduktion führen, aber durch die Enzyme abgebaut werden können, die für den
Abbau der Begleitsubstanzen gebildet werden (Alvarez und Vogel 1991, Jørgensen und
Aamand 1991, Atlas und Barta 1992). Abgesehen davon, dass grundsätzliche Aussagen
zum Kometabolismus von der jeweiligen Mikroorganismenpopulation abhängen, wird
häufig ein kometabolischer Abbau von o-Xylol, von höherkerningen PAK mit
Naphthalin und von Benzol mit Toluol oder Xylol beschrieben (Smith 1990, Jørgensen

Einleitung 6
und Aamand 1991, Kästner et al. 1993, Meyer 1999, Kästner 2000, Schmitt 2000,
Michels et al. 2002).
Einflussfaktoren des mikrobiellen Abbaus
Die Fähigkeit und die Intensität des mikrobiellen Abbaus ist einerseits von der
Konzentration der betrachteten Substanzen als auch von den physiko-chemischen
Eigenschaften, wie dem Molekulargewicht, der Anzahl der kondensierten Ringe und
insbesondere der Wasserlöslichkeit und der Neigung zur Festlegung abhängig (Atlas
1981, Cerniglia 1984, 1992, Atlas und Bartha 1992, Michels et al. 2002). Zudem haben
Milieubedingungen und Umweltfaktoren, wie der pH-Wert, die Temperatur, die
Wasserverfügbarkeit, die Nährstoffgehalte, die Verfügbarkeit von Elektronenakzeptoren,
die Salinität, der Sedimenttyp sowie das Vorhandensein von Begleitschadstoffen
oder Kosubstraten einen enormen Einfluss auf den Schadstoffabbau
(Cerniglia 1984, Weissenfels et al. 1990, Atlas und Bartha 1992, Providenti et al. 1993,
Sutherland et al. 1995, Krumholz et al. 1996). Darüber hinaus sind sowohl die Aktivität
als auch die Anpassung der mikrobiellen Population, z.B. durch eine vorangegangene
Schadstoff-Exposition, als auch Konkurrenz-Aspekte zwischen den Bakterien von
Bedeutung (Mihelcic und Luthy 1988b, Hickman und Novak1989, Madsen 1991,
Cerniglia 1992, Sutherland et al. 1995, Coates et al. 1997).
Einfluss des genutzten Elektronenakzeptores auf den Schadstoffabbau
Einen ganz erheblichen Einfluss auf die Abbauintensität hat das vorherrschende
Redoxmilieu und damit der vornehmlich verfügbare Elektronenakzeptor mit dem der
Schadstoffabbau stattfinden kann. Bevorzugt erfolgt ein Abbau unter aeroben
Bedingungen, also mit O2 als Elektronenakzeptor, weil dies thermodynamisch am
günstigsten ist. Da aber insbesondere im Bereich von Grundwasserkontaminationen
Sauerstoff meist nur schwer verfügbar ist, herrscht hier i.d.R. die Nutzung alternativer
Elektronenakzeptoren vor. Im Rahmen der Abbauprozesse werden Elektronen von der
abzubauenden Substanz auf den verfügbaren Elektronenakzeptor mit dem jeweils
positivsten Standardpotenzial übertragen, um eine möglichst hohe Energieausbeute zu
erzielen (Tabelle 1).
Tabelle 1: Berechnete Standardpotenziale Eh für die Elektronenübergänge der wichtigsten
Elektronenakzeptorprozesse nach Schink (2006) (pH = 7).
Reihenfolge der
Nutzung
Redoxpaar Eh [mV] Prozess
1) O2/ H2O +810 Atmung
2) NO3/NO2 +430 Nitratreduktion
3) MnO2/Mn 2+ +610 Manganreduktion
4) FeOOH/Fe 2+ +150 Eisenreduktion
5) SO4/HS - -218 Sulfatreduktion
6) CO2/CH4 -244 Methanogenese

Einleitung 7
Mit zunehmend reduzierenden Verhältnissen werden so die Akzeptoren O2, NO3 - ,
Mn(IV), Fe(III), SO4 2- und CO2 sukzessive, der Redoxsequenz folgend, genutzt (Patrick
und Jugusjinda 1992, Azadpour-Keely et al. 1999, Schink 2000, Appelo und Postma
2005, Schink 2006). Damit verbunden ist zugleich eine sehr unterschiedliche
Energieausbeute, die in Reihenfolge der Standardpotenziale abnimmt (Mc Carty 1971,
McFarland und Sims 1991).
1.2.3 Schadstofftransformation durch Bildung nicht-extrahierbarer
Rückstände
Neben dem Schadstoffabbau wurde im Rahmen der beschriebenen Untersuchungen
zudem die Ausbildung von nicht-extrahierbaren Rückständen (neR) als potenzieller NA-
Prozess im Untergrund betrachtet.
Zu einer Bildung von nicht-extrahierbaren oder gebundenen Rückständen (bound
residues) kommt es durch Interaktionen zwischen Schad- und Feststoffen (Boden oder
Sediment), die neben sorptiven Effekten auch zu einer stärkeren Festlegung der
Substanzen an oder in die Matrix führen. (Mahro und Kästner 1993). Unter gebundenen
Rückständen versteht man Ausgangssubstanzen oder Metabolite, die nach effektiver,
sequenzieller und erschöpfender Extraktion, bei der weder die chemische Struktur des
Bodens noch die Verbindung selbst verändert werden darf, im Bodenmaterial
persistieren (Roberts et al. 1984, Kästner et al. 1993, Führ 1987, Kohl und Rice 1998,
Northcott und Jones 2000, Eschenbach et al. 2002). Dieser Prozess wurde anfänglich
zunächst für den Verbleib von Pestiziden in der Umwelt betrachtet und kann wesentlich
zur scheinbaren Entfernung von Schadstoffen in einem System beitragen (Kästner et al.
1995, Eschenbach et al. 1998, 2000, 2002, Richnow et al. 1998, 1999).
Bei der Betrachtung von organischen Schadstoffen ist bei dem Prozess der Bildung
nicht-extrahierbarer Rückstände vornehmlich die Fraktion der organischen Substanz im
Boden bzw. Sediment (Fulvosäuren, Humnisäuren, Humine) beteiligt, so dass der
Vorgang auch als Humifizierung von Schadstoffen bezeichnet wird (Eschenbach et al.
2002). Die Ausbildung von nicht-extrahierbaren Rückständen von PAK durch eine
Reaktion mit der organischen Bodensubstanz ist vielfach beschrieben (Kästner et al.
1993, Eschenbach et al. 1998, Guthrie et al. 1999). Für die Schadstoffgruppe der BTEX
ist die Ausbildung von nicht-extrahierbaren Rückständen dagegen bislang nicht
untersucht worden. Noch weitgehend offen ist, ob die in der ungesättigten Bodenzone
nachgewiesene Elimination von PAK durch Humifizierung auch im kontaminierten
Grundwasser eine Rolle spielt. Generell könnte die neR-Bildung aber auch im
Grundwasser als eine potenzielle und nachhaltige Art der Schadstoffeliminierung
angesehen werden (Mahro 2001).

Einleitung 8
1.3 Methoden zum Nachweis von NA-Prozessen
Will man sich bei der Behandlung von Grundwasserkontaminationen auf
Selbstreinigungskräfte verlassen, muss man nachweisen, dass diese existieren und am
Standort einer Ausbreitung des Grundwasserschadens entgegenwirken. Darüber hinaus
wird für die Anwendung von NA häufig eingefordert, dass destruktive NA-Prozesse
einen wesentlichen Anteil am Schadstoffminderungspotenzial am Standort haben, was
ebenfalls nachgewiesen werden muss (Michels et al. 2006). Für diese eingeforderte
Bewertung von destruktiven NA-Prozessen wird meist ein „multiple lines of evidence“-
Konzept herangezogen, nachdem drei mögliche Beweislinien existieren (Madsen 1991,
U.S. EPA 1999, Wiedemeier et al. 1999, Schulze und Tiehm 2003, 2004, Schulze
2004). Die ersten beiden Beweislinien stützen sich entweder auf Hinweise aus der
Schadstoffausbreitung im Feld oder auf hydrochemische Analysen. Zu diesen in situ-
Nachweisverfahren gehört beispielsweise die Betrachtung von Schadstofffrachten über
die Fließstrecke, inbesondere in der Bilanz zur Zehrung der Elektronenakzeptoren, als
auch Methoden der Isotopenfraktionierung oder die Untersuchung von Metaboliten. Die
dritte Beweislinie dieses Konzeptes basiert dagegen auf mikrobiologischen
Untersuchungen, die Abbauprozesse direkt nachweisen. Zum Nachweis dieses
mikrobiellen Schadstoffabbaus werden verbreitet Mikrokosmenversuche durchgeführt,
die somit als eine „line of evidence“ ein wichtiges Werkzeug zur Bewertung der
ablaufenden Schadstoffminderungsprozesse darstellen (Wiedemeier et al. 1998, Brauner
et al. 2002, Schulze 2004, Schulze und Tiehm 2004).
1.3.1 Die Mikrokosmen-Technik
Die Mikrokosmen-Technik ist ein wichtiges Istrument in der (mikrobiellen) Ökologie
und wurde zu wissenschaftlichen Zwecken verstärkt seit den 60er Jahren eingesetzt
(Beyers und Odum 1993). Bei diesem Verfahren werden einzelne Aspekte der Struktur
und Funktionsweise von Lebensräumen genauer und unter kontrollierten Bedingungen
studiert (Beyers und Odum 1993). Labor-Mikrokosmen sind somit kleinskalige
Simulationen oder Modelle naturräumlicher Gegebenheiten (Metcalf et al. 1971). Ihr
Hauptzweck ist, durch Reduktion, Kontrolle und ggf. gezielte Veränderung zu einem
besseren Verständnis von den, diesen Lebensraum prägenden Strukturen und
Funktionen, zu gelangen (Bengtsson 1985). Ein Charakteristikum aller Labormikrokosmen
ist, dass man einen komplexen Ökosystemausschnitt auf einen kleinen
Versuchsaufbau reduziert, was gleichzeitig Vor- und Nachteile der
Mikrokosmenversuche beinhaltet: Einerseits kann der Untersuchungsschwerpunkt auf
ausgewählte Prozesse konzentriert werden, so dass in der Interpretation, im Gegensatz
zum Original, häufig klare und eindeutige Aussagen möglich sind. Andererseits ist
meist nicht klar, ob nach einer solchen Reduktion überhaupt noch sinnvolle Aussagen
über „das Ganze“ getroffen werden können. In diesem Zusammenhang ist allerdings
nicht nur die Reduktion von Bedeutung sondern auch, dass durch den Transport der

Einleitung 9
Proben ins Labor Veränderungen auftreten können, die die Laborversuche letztendlich
von den Abläufen im Gelände entfernen (Madsen 1991). Mikrokosmen stehen somit
immer in der Kritik, Artefakte oder „bottle effects“ abzubilden und keine realen bzw.
relevanten Standort-Prozesse darzustellen (Bengtsson 1985, Holm et al. 1992, Chapelle
et al. 1996).
1.3.2 Einsatzmöglichkeiten im Rahmen von NA-Untersuchungen
Mikrokosmenversuche werden im Rahmen der Altlastenbearbeitung, insbesondere im
Zusammenhang mit Natural Attenuation, häufig genutzt, da sie vielfältige
Betrachtungsmöglichkeiten und Fragestellungen bezüglich des NA-Potenzials zulassen
(Madsen 1991). So können sie einerseits dazu beitragen, das Abbaupotenzial zu
bestimmen (Metcalf et al. 1971, Madsen 1991, Wiedemeier et al. 1998, Wilson und
Wilson 1997) bzw. die relevanten Prozesse, wie z.B. die Nutzung von
Elektronenakzeptoren, zu identifizieren (Coates et al. 1996, Brauner et al. 2002).
Mikrokosmenversuche sind insbesondere in dem Fall von Bedeutung, wenn die NA-
Prozesse im Aquifer so langsam ablaufen, dass sie allein aus Felddaten und
Untersuchungen der Isotopenfraktionierung nur schwer nachweisbar sind.
Von großem Nutzen sind Mikrokosmenversuche insbesondere dann, wenn die am
Verschwinden von Schadstoffen beteiligten biotischen und abiotischen Prozesse
getrennt erfasst und bilanziert werden sollen (Bengtsson 1985, Ginn et al. 1995,
Chapelle et al. 1996, Wiedemeier et al. 1998, Brauner et al. 2002). Durch die
Beteiligung radioaktiv markierter Verbindungen bieten Mikrokosmenversuche hierzu
ein besonderes Einsatzpotenzial (Wienberg et al. 1995). Ein weiteres Einsatzgebiet
14
dieser C-Mikrokosmen liegt zudem in der Einschätzung abiotischer oder
sedimentgebundener NA-Prozesse, wie beispielsweise der Bildung nicht-extrahierbarer
Rückstände. Methoden mit radioaktiven Isotopen zeichnen sich durch eine hohe
Empfindlichkeit aus, insbesondere in niedrigen Konzentrationsbereichen bzw. bei
geringen Konzentrationsdifferenzen (Richnow et al. 1998, 1999). Betrachtungen der
Bilanzierung von NA-Prozessen und der Bildung nicht-extrahierbarer Rückstände sind
ohne die Nutzuung von radioaktiven Isotopen und ohne die Anwendung der
Mikrokosmen-Technik nicht möglich.
Über die Ableitung von kinetischen Daten und die Bestimmung von Abbauraten können
Mikrokosmen helfen, zu einer quantitativen Einschätzung des Schadstoffabbaus und
damit der NA-Prozesse im Probenmaterial zu gelangen. Sie können so einen Beitrag
dazu leisten Zeitprognosen, die für den Schadstoffabbau im Aquifer über
standortbezogene Modellierungen abgeleitet werden, mitzudefinieren und zu verbessern
(Pritchard und Bourquin 1984, Arvin et al. 1988, Nielsen et al. 1996, Kao und Borden
1997, Brauner et al. 2002).
Weitere Anwendungsoptionen von Mikrokosmenexperimenten bieten sich durch
gezielte Veränderung einzelner Aquiferparameter, um prozessbeeinflussende Faktoren

Einleitung 10
und Effekte zu identifizieren. So können z.B. im Rahmen einer „Experimentellen
Sensitivitätsanalyse“ die Milieubedingungen erfasst werden, welche die ablaufenden
NA-Prozesse und deren Zeitbedarf am stärksten beeinflussen. Hierzu können der pH-
Wert, die Temperatur, das Redoxpotenzial, die Nährstoffgehalte, die Verfügbarkeit von
Elektronenakzeptoren oder das Vorhandensein von weiteren organischen Substanzen
und Kosubstraten zählen (Pritchard und Bourquin 1984, Bengtsson 1985, Shimp und
Pfaender 1985, Madsen 1991, Bregnard et al. 1998, Harrison et al. 2001). Insbesondere
zur Klärung von kometabolischen oder toxischen bzw. abbauhemmenden Effekten
werden Mikrokosmen häufig eingesetzt (Bouchez et al. 1995, Corseuil et al. 1998,
Brauner et al. 2002). Andererseits können aber auch verschiedene Sanierungsoptionen
und ENA-Varianten getestet werden, z.B. über eine Zugabe zusätzlicher oder
alternativer terminaler Elektronenakzeptoren, Elektronendonatoren, von Nährstoffen
oder aber durch Zugabe von abbauaktiven Kulturen (Bioaugmentation). Damit kann
herausgefunden werden, welche Schadstoffe unter welchen Bedingungen überhaupt
oder am besten abgebaut werden (Pritchard und Bourquin 1984, Corseuil 1998,
Wiedemeier et al. 1998).
Trotz der vielfältigen Anwendungsoptionen gelten Mikrokosmen-Untersuchungen
zunächst aber nur für das untersuchte Probenmaterial. Ob und inwieweit die
kleinskaligen Befunde auch eine Aussagekraft für den untersuchten Aquifer haben ist
bislang sehr umstritten (Alexander 1985, Beyers und Odum 1993). Darüber hinaus
umfasst der Begriff der „Mikrokosmen“ keine eindeutige Definition sondern sehr
unterschiedliche Versuchsaufbauten und -ausrichtungen auf ganz unterschiedlichen
Betrachtungsebenen, so dass hinsichtlich des Designs bzw. der technischen
Durchführung von Mikrokosmen bislang keine Standardisierung vorliegt (Beyers und
Odum 1993, Schulze 2004, Berghoff et al. 2007).
1.4 Zielsetzung dieser Arbeit
In Anbetracht der Finanzlage von Kommunen bzw. privaten Sanierungsträgern und im
Rahmen der Verhältnismäßigkeit von aktiven Sanierungsmaßnahmen ist davon
auszugehen, dass NA-Prozesse in der Altlastensbearbeitung zukünftig verbreitet
Anwendung finden werden. Im Rahmen dieser Entwicklung wird geeigneten
Werkzeugen zur Bewertung von NA-Prozessen eine erhebliche Bedeutung zukommen.
Ziel dieser in den BMBF-Förderschwerpunkt KORA eingebunden Arbeit war es,
herauszufinden, ob und in welchem Ausmaß die kleinskalige Mikrokosmentechnik eine
Funktion als Instrument zur Bewertung von Natural-Attenuation im Grundwasser
erfüllen kann. Dabei sollten Potenzial und Grenzen der Mikrokosmen eingeschätzt und
im Rahmen eines interdisziplinären Methodenpaketes kritisch hinterfragt werden, um so
zur Evaluation und Qualitätssicherung dieser Methode beizutragen.

Einleitung 11
Zu diesem Zweck sollten verschiedene Mikrokosmen-Versuchsreihen mit Aquifer-
Material eines ehemaligen Zechenkokerei-Standortes (Victor 3/4) in Castrop-Rauxel
durchgeführt werden. An diesem Standort liegt durch kriegsbedingte Einflüsse ein
umfangreicher Grundwasserschaden mit BTEX- und PAK-Komponenten vor. Aufgrund
der Unverhältnismäßigkeit einer aktiven Sanierung, bot er sich als Referenzstandort im
Rahmen des Verbundvorhabens KORA an und stand im Fokus zahlreicher
unterschiedlicher Untersuchungen.
Im Rahmen der allgemeinen Funktionsbewertung der Mikrokosmenversuche, sollte v.a.
auch die Geländerelevanz von Mikrokosmendaten eingeschätzt werden. Im Mittelpunkt
des Vergleichs von Laborversuchen mit den Standortdaten sollte im Wesentlichen
stehen, ob und zu welchem Ausmaß die Abläufe in den Mikrokosmen die Prozesse
widerspiegeln, die auch am Standort von Bedeutung sind.
Neben der grundsätzlichen Funktionsbewertung von Mikrokosmenversuchen sollten die
Untersuchungen auch dazu beitragen, die Aquifer-Untersuchungen dieses Standortes zu
ergänzen und zu interpretieren, um zukünftig die Sanierungsplanung zu verbessern und
das Flächenrecycling am Standort effizienter zu gestalten. Zunächst sollte für den
untersuchten Aquifer das anaerobe Abbaupotenzial bestimmt werden. Durch Versuche
14
mit C-Schadstoff-Dotierung sollte geklärt werden, welchen Anteil
sedimentgebundene, teils abiotsche NA-Prozesse, wie Sorption oder die Bildung nichtextrahierbarer
Rückstände, an der gesamten Schadstoffeliminierung haben. Über die
Bildung nicht-extrahierbarer Rückstände im anaeroben Grundwassermilieu ist bislang
wenig bekannt, so dass grundlegend neue Erkenntnisse in Bezug auf diesen potenziellen
NA-Prozess zu erwarten waren. Durch die Versuche mit radioaktiver
Schadstoffmarkierung sollte zudem eine Gesamtbilanzierung aller auftretenden NA-
Prozesse ermöglicht werden. Über die Bestimmung von Abbauraten sollte eine
Anpassung der Eingangsparameter für numerische Modellierungen erfolgen. Zudem
sollten die Mikrokosmen zur Bestimmung der abbaubeeinflussenden Faktoren bzw. zur
Bewertung von Abbausteigerungsmaßnahmen (ENA) für den Untersuchungsstandort
genutzt werden.
Da die Durchführung von Mikrokosmenversuchen sehr variabel sein kann und bislang
nicht standardisiert ist, war ein weiteres Ziel dieser Arbeit, verschiedene Aspekte zur
Durchführung von Mikrokosmenversuchen hinsichtlich ihrer Zuverlässigkeit und
Handhabbarkeit zu vergleichen, um so Empfehlungen für eine in Ingenieurbüros und
Behörden gut praktikable Mikrokosmentechnik zu erstellen. Da Mikrokosmenversuche
teils sehr kosten- und zeitintensiv sind sollte zudem überprüft werden, ob alternative
Methoden angewandt werden können, um vergleichbare Informationen zu gewinnen.

2 Material und Methoden
2.1 Untersuchungsstandort: Zechenbrache Victor 3/4 in
Castrop-Rauxel
2.1.1 Historie der Fläche
Die Untersuchungen der vorliegenden Arbeit wurden durchgeführt, um das NA-
Potenzial für die Fläche eines ehemaligen Zechen- und Kokereigeländes (Victor 3/4) im
Stadtgebiet von Castrop-Rauxel (nördliches Ruhrgebiet) zu erfassen (Abbildung 2).
Dieser Altstandort umfasst insgesamt eine Fläche von ca. 39 ha (Möller et al. 2006).
Die ehemals auf dem Gelände befindlichen Schächte Victor 3 und 4 als auch die
Kokerei wurden Anfang des 20. Jahrhunderts errichtet und in Betrieb genommen. Die
Ammoniak-Nebenprodukte der Kokerei wurden in einem benachbarten Düngemittelwerk
verwendet, welches im Zweiten Weltkrieg durch die Vorproduktion von
Nitroaromaten kriegswichtige Aufgaben übernahm. (Frey et al. 2005, Möller et al.
2006).
Abbildung 2: Luftbild der Zechenbrache nach Abriss aller Industrieanlagen. Räumliche
Einordnung der Kontaminationszentren.
Während des Zweiten Weltkriegs wurden die Industrieanlagen bombardiert und stark
zerstört. Nach dem Krieg wurde der Betrieb zunächst wieder aufgenommen, bis im

Material und Methoden 13
Jahre 1972 die Anlage stillgelegt wurde. Direkt im Anschluss an die Stilllegung wurden
die Anlagen und Gebäude abgebrochen und das Gelände mit dem anfallenden Bauschutt
eingeebnet (Frey et al. 2005).
Die Fläche befindet sich heute im Eigentum der LEG Stadtentwicklung GmbH & Co
KG (LEG = Landesentwicklungsgesellschaft Nordrhein-Westfalen) und soll langfristig
wieder nutzbar gemacht werden (Möller et al. 2006). Für den Ostteil der Fläche ist eine
gewerbliche Nutzung vorgesehen, während für den mit Zechenwald bestandenen
Westteil eine höherwertige Nutzung derzeit nicht angedacht ist. Eine
Erschließungsstraße durchquert die Fläche heute von Ost nach West, was neben
Kriterien wie Kampfmittelfreiheit und einer Handhabung der Altlastensituation, die
gesunde Wohn- und Arbeitsverhältnisse sicherstellt, eine wichtige Vorraussetzung für
ein Flächenrecycling darstellt. Durch eine spätere Vermarktung der aufbereiteten
Flächen soll die Durchführung dieses Flächenrecyclings refinanziert werden.
2.1.2 Geologie, Hydrolgeologie und Kontamination
Das Untersuchungsgebiet befindet sich, geologisch gesehen, am Südrand des
Münsterländer Kreidebeckens. Die kreidezeitlichen Schichten bestehen aus einem ca.
300 m mächtigen Paket aus Ton- und Mergelsteinen des Emschermergel (Oberkreide,
Coniac, Santon) (Frey et al. 2005). Diese Gesteinsschichten werden durch quartäre
Lockersedimente und anthropogene Aufschüttungen überlagert. Die quartäre
Schichtenfolge erreicht eine maximale Mächtigkeit von ca. 7 m und besteht aus
Niederterassenablagerungen der Emscher mit schwach bis stark schluffigen, zum Teil
kalkhaltigen Fein- bis Mittelsanden und wechselnden Anteilen von Tonen. Die
Auffüllungen setzen sich aus Bergematerial, Bauschutt (Ziegel- und Mauerreste),
Asche, Schlacke und Basaltschotter, z.T. auch aus eingelagerten mineralischen Böden
zusammen und erreichen im Untersuchungsgebiet Mächtigkeiten von 0,2 bis 6 m,
vereinzelt sogar 8,3 m (Frey et al. 2005).
In dieser geologischen Schichtenfolge befinden sich zwei Grundwasserstockwerke: Das
obere Grundwasserstockwerk wird aus den quartären Lockersedimenten und den
unteren Lagen der aufliegenden anthropogenen Aufschüttungen gebildet und wird nach
unten durch einen Übergangshorizont des hier tonig verwitternden Emschermergels
begrenzt. Die Mächtigkeit dieses Grundwasserleiters variiert zwischen 5,0 und 7,4 m.
Die Grundwasserfließrichtung ist nach Nordwesten gerichtet (Wortmann und Berning
2007). Die kf-Werte im oberen Grundwasserstockwerk liegen zwischen 10 -4 und
10 -6 m/s, in Auffüllungsbereichen mit hohem Grobkornanteil werden stellenweise sogar
kf-Werte von 10 -3 m/s erreicht. Die Wasserstände schwanken im zentralen Geländeteil
jahreszeitlich bedingt zwischen 1,3 und 2,6 m unter der Geländeoberkante. Die aus den
kf-Werten und dem Gefälle abgeschätzte Abstandsgeschwindigkeit beträgt 30 bis
35 m/a, während durch Tracerversuche mittlere Abstandsgeschwindigkeiten von

Material und Methoden 14
17 bis 18 m/a ermittelt worden sind (Wortmann und Berning 2007, Frey et al. 2005).
Das zweite Grundwasserstockwerk wird durch die Klüfte und Schichtgrenzen der
oberkreidezeitlichen Schichten gebildet. Seine Mächtigkeit liegt bei 60 m.
Durch die langjährige industrielle Nutzung, hauptsächlich aber durch die Zerstörungen
im Zweiten Weltkrieg, ist es an mehreren Stellen zu erheblichen Schadstoffeinträgen in
den Untergrund gekommen (Frey et al. 2005). Es wird angenommen, dass am Standort
eine Gesamtkontaminationsmenge von 750 t BTEX und PAK vorliegen, wovon ca.
110 t auf die ungesättigte und 630 t auf die gesättigte Zone entfallen. Die Eintragsfläche
der Kontamination hat eine Ausdehnung von 250 x 100 m, wobei das
Kontaminationszentrum im Bereich der ehemaligen Kokerei-Nebengewinnungsanlage
zu finden ist (s. Abbildung 2, Frey et al. 2005, Möller et al. 2006). Ein weiteres
Kontaminationszentrum befindet sich weiter westlich auf der Fläche, war allerdings
nicht der Inhalt der hier beschriebenen Betrachtungen. Sowohl im Quartär als auch in
der Kreide liegen umfangreiche Kontaminationen mit den kokereitypischen
Kontaminanten vor, im Rahmen dieser Arbeit wurde aber ausschließlich die quartäre
Grundwasserfahne untersucht. Die Länge der quartären BTEX-Fahne beträgt ca. 200 m,
die der PAK-Fahne ca. 300 m (Wortmann und Berning 2006).
2.1.3 Sanierungsmaßnahmen und KORA-Projekte
Im Zuge bisheriger Sanierungsmaßnahmen wurde eine bautechnische Aufbereitung des
Untergrundes vorgenommen, dessen Ziel die Kampfmittelsuche und die Schaffung
eines tragfähigen Untergrundes gewesen ist. Aufgrund des Ausmaßes der
Kontamination gelten auf dem Standort konventionelle Sanierungs- und
Sicherungstechniken als sehr aufwendig und kostenintensiv. Die geschätzten
kalkulatorischen Kosten hierfür belaufen sich auf ca. € 145 Mio., so dass eine aktive
Sanierung nicht verhältnismäßig oder ökonomisch vertretbar ist (Frey et al. 2005). Aus
diesem Grunde bot sich der Standort für nähere Untersuchungen im Rahmen des
KORA-Vorhabens an. Es sollte geprüft werden, in welchem Maß natürliche
Schadstoffminderungs- und Rückhalteprozesse am Standort wirken und ob diese
langfristig ausreichen und eine weitere Schadstoffausbreitung verhindern, bzw. ob
Optionen für eine Steigerung dieser Selbstreinigung bestehen (Wortmann et al. 2005).
Im Rahmen der KORA-Projekte wurde im Jahr 2003 im Abstrom der ehemaligen
Kokerei- und Nebengewinnungsanlage ein Testfeld mit 15 dreifach-verfilterten
Messstellen eingerichtet (Abbildung 3). Diese Messstellen erfassen den ca. 4 bis 5 m
mächtigen quartären Grundwasserleiter.

Material und Methoden 15
Abbildung 3: PAK-Fahne im Dezember 2005 und Testfeld mit 15 Messstellen in drei Beurteilungsebenen
(BE1 bis BE3), sowie 2 zusätzlichen Beurteilungsebenen (BE4,
BE5) im weiteren Abstrom (links) (Frey et al. 2005). Übersichtsplan des Testfeldes
(rechts).
Jeweils fünf dieser Messstellen können zu einer Beurteilungsebene zusammengefasst
werden (BE1 – BE3), welche nahezu parallel zu den Grundwassergleichen angeordnet
sind. Weitere Doppelmessstellen wurden im Jahr 2004, 2005 und 2006 errichtet, welche
der Erkundung des weiteren Abstroms dienen und zu zusätzlichen Beurteilungsebenen
(BE 4 und BE 5) zusammengefasst werden können. Jeweils im Frühjahr der Jahre 2004,
2005 und 2006 erfolgte eine vollständige Beprobung der Grundwassermessstellen im
Testfeld, sowie im Abstrom mit einer Analyse verschiedener anorganischer und
organischer Parameter. Die Ergebnisse der Beprobung von 2004 für die in dieser Arbeit
relevanten Probenahmestellen sind im Anhang aufgeführt.
Im Rahmen weiterer Standortsuntersuchungen und KORA-Projekte wurden auf dem
Gelände zahlreiche Untersuchungen durchgeführt, um zu Aussagen über mögliche
schadstoffmindernde Prozesse zu gelangen (Berning 2004, Breul 2004, Frey et al. 2005,
Wortmann et al. 2005, Wortmann und Berning 2006, 2007, Hornbruch et al. 2006).
2.1.4 Untersuchungsmaterial
Das Material, welches für die nachfolgend beschriebenen Untersuchungen verwendet
wurde, stammte vom Testfeld am Standort Castrop-Rauxel, das im Rahmen der KORA-
Projekte eingerichtet worden ist. Es wurde Grundwasser und Sediment der
Probenahmestellen T9, T10 und T14 verwendet. Genaue Informationen zu diesen
Probenahmestellen sind den Schichtenverzeichnissen und den Bohrprofilen im Anhang
zu entnehmen. Diese Probenahmestellen wurden ausgewählt, da sie Fahnenbereiche
niedriger (T10), mittlerer (T9) und starker Kontamination (T14) umfassen. Das
verwendete Grundwassersediment wurde im Rahmen der Brunnenbohrungen beim
Einrichten des Testfeldes im Herbst 2003 durch Rammkernsondierungen gewonnen.

Material und Methoden 16
Die Grundwasserproben wurden meist frisch für die entsprechenden Versuchsansätze
am Standort entnommen.
2.2 Durchführung der Mikrokosmenversuche
Es wurden diverse Mikrokosmen-Versuchsreihen durchgeführt, bei denen jeweils
unterschiedliche Aspekte im Vordergrund standen (Tabelle 2). Neben der Einschätzung
des NA-Potenzials und einer Bewertung der Anwendungsmöglichkeiten sollte ein
weiterer Schwerpunkt auf dem Design bzw. verschiedenen Durchführungsaspekten der
Mikrokosmentechnik liegen.
Tabelle 2: Übersicht über die Mikrokosmenansätze.

Material und Methoden 17
Ein weiteres Ziel der Laborversuche war es, die Bedeutung von Prozessen wie Sorption
oder die Bildung nicht-extrahierbarer Rückstände einzuschätzen, die neben dem
mikrobiellen Abbau zum NA-Potenzial eines Standortes beitragen können. Dies sollte
insbesondere durch Experimente mit 14 C-Schadstoff-Dotierung genauer untersucht
werden. Darüber hinaus wurden Versuche zur Klärung des ENA-Potenzials, zur
Bestimmung von kometabolischen Effekten und zur Klärung der Bedeutung von Fe 3+
und SO4 2- , als alleinige und gemeinsam zur Verfügung stehende Elektronenakzeptoren
durchgeführt. Eine genauere Beschreibung der Versuchsreihen erfolgt in den folgenden
Unterkapiteln.
2.2.1 Mehrfachbeprobte Mikrokosmenversuche mit Grundwasser und
Sediment
Der Ansatz von Mikrokosmenversuchen, die mit Grundwasser und Sediment beschickt
und im Verlauf der Inkubationszeit mehrmals beprobt wurden, erfolgte in 1 Liter-
Borosilikatglas-Laborflaschen mit Schraubverschlüssen und PTFE-beschichteten
Dichtscheiben (Carl Roth, Karlsruhe). Diese Laborflaschen wurden zu einem Drittel des
Volumens mit vermischtem Sediment aus den unterschiedlichen Tiefen der jeweiligen
Probenahmestelle befüllt. Das Sediment wurde vor dem Ansetzen dieser Versuche
bereits mehrere Monate bei +4°C gelagert. Im Anschluss an die Sedimentzugabe
wurden die Versuchsansätze mit Grundwasser aufgefüllt, welches aus den drei
Verfilterungstiefen (flach, mittel, tief) zuvor vermischt wurde. Das Volumenverhältnis
von Grundwasser zu Sediment von 3:1 führte zu einer Zugabe von durchschnittlich
710 g Sediment und ca. 800 g Wasser. Das Gewichtsverhältnis lag bei den Ansätzen bei
1,1 bis 1,2 (Grundwasser zu Sediment). Im Rahmen der Mikrokosmenversuche wurde
grundsätzlich vermischtes Standortmaterial verwendet, um ein ausreichend großes
Startvolumen für alle Versuche zur Verfügung zu stellen und andererseits
Aquiferheterogenitäten auszugleichen. Obwohl einige Autoren Bedenken gegen ein
Vermischen verschiedener Materialien äußern (Kao et al. 2001, Kota et al. 2004), ist die
Erstellung von Mischproben eine gängige Vorgehensweise bei der Untersuchung von
Boden oder Sediment. Für jede untersuchte Probenahmestelle wurden zwei abbauaktive
und zwei vergiftete Ansätze angefertigt. Um die Ansätze zu vergiften, wurde über eine
Stammlösung Natriumazid und Natriummolybdat zugegeben, um Endkonzentrationen
von 1 g/l Natriumazid bzw. 2,42 g/l Natriummolybdat einzustellen, wobei das
Gesamtvolumen des Gefäßes die Bezugsgröße für die Verdünnung war. Der spezifische
Hemmstoff gegen Sulfatreduzierer, Natriummolybdat (Newport und Nedwell 1988,
Oremland und Capone 1988), wurde zu den abiotischen Kontrollen gegeben, weil die
Wirksamkeit von Azid im anaeroben Milieu umstritten ist. Da im Vorfeld bekannt war,
dass sulfatreduzierende Prozesse am Versuchsstandort eine entscheidende Rolle spielen,
sollte Natriummolybdat somit eine zusätzliche Absicherung der Vergiftung sein.

Material und Methoden 18
Ansatz und Beprobung der Ansätze erfolgten in der Glove-Box (COY Laboratory
Products Inc.). Eine anaerobe Inkubation wurde durch eine Umverpackung mit
Plastikbeuteln inklusive Anaeroclip-Verschlüssen und Anaerocult® A mini-Reaktoren
gesichert (Merck, VWR International, Darmstadt). Eine zusätzliche Absicherung gegen
Sauerstoffdiffusion in die Versuchsgefäße wurde dadurch vorgenommen, dass die
Gewinde der Schraubverschlüsse mit Teflonband (Carl Roth, Karlsruhe) vor dem
Verschließen umwickelt wurden (Durant et al. 1995). Die Inkubation erfolgte bei
Zimmertemperatur und im Dunkeln. Währenddessen wurden die Ansätze wöchentlich
manuell geschüttelt.
Bei den Probenahmen wurde soviel Material der Wasser- und Sedimentphase aus den
Gefäßen entnommen, wie dies für die durchzuführenden Analysen notwendig war. In
der Wasserphase wurden PAK- und BTEX-Gehalte bestimmt. Die Proben für diese
Bestimmungen wurden aus den Ansätzen entnommen und in entsprechende
Probenahmegefäße pipettiert. Zudem wurden die Konzentrationen der Elektronenakzeptoren
Sulfat und Fe 2+ analysiert. Die Proben für diese Analysen wurden mit
sterilen Plastikspritzen (VWR International, Darmstadt) entnommen und über
Spritzenvorsatzfilter (0,2 µm Porendurchmesser, VWR International, Darmstadt) in die
Probengefäße filtriert. Mit Hilfe eines Löffels wurden Sedimentproben aus den Gefäßen
entnommen und in Zylindergläser überführt. Die wässrigen Proben wurden bis zur
Analyse kühl gelagert (+4°C) und die Sedimentproben bei -18°C eingefroren. Die
Analytik der organischen Schadstoffe erfolgte innerhalb von 48 Stunden nach der
Probenahme, da die Proben nicht länger lagerungsfähig sind (Martus und Püttmann
2000). Bei jeder Probenahme erfolgte auch eine Bestimmung der Redoxwerte.
2.2.2 Einfachbeprobte Mikrokosmen mit Grundwasser und Sediment
Eine weitere Versuchsreihe wurde durchgeführt, bei der für die jeweiligen
Probenahmetermine separate Versuchsansätze vorgesehen waren. Diese
Veruchsanordnung hat den Vorteil, dass durch die einmalige Öffnung und das
Vermeiden eines enstehenden Leerraumes durch Probenahmen weniger Angriffsfläche
für eine Verflüchtigung besteht. Die gleichzeitige Bereitstellung vieler Parallelansätze
macht allerdings eine andere Dimensionierung erforderlich: Als Gefäße dienten 20 ml-
Rollrandgläser aus Borosilikatglas mit Alu-Bördelkappen und PTFE-beschichteten
Butyl-Dichtscheiben (VWR International, Darmstadt). Auch diese Ansätze wurden mit
einer Mischung von Sediment und Grundwasser in einem Volumenverhältnis von 1:3
versehen. Hierzu wurden jeweils 14 g feuchtes Sediment in die Gefäße gegeben.
Anschließend wurden diese mit 13 – 14 ml Grundwasser aufgefüllt. Die so eingestellten
Gewichtsverhältnisse von Grundwasser zu Sediment betrugen in diesen Ansätzen
ebenfalls 1,1 bis 1,2. Die zugegebenen Sedimentmengen entsprachen einem
Trockensubstanzgehalt von 12,18 g für T9, bzw. 11,76 g für T10 und T14. Nach dem
Befüllen wurden die Gefäße umgehend mit den Dichtscheiden und Bördelkappen

Material und Methoden 19
verschlossen. Im Rahmen dieser Versuchsreihe wurden ebenfalls abbauaktive Ansätze
und vergiftete Kontrollen (1 g/l Natriumazid und 2,42 g/l Natriummolybdat) mit jeweils
zwei Parallelansätzen untersucht. Die Bedingungen des Ansetzens, der Inkubation und
der Probenahme entsprachen denen der zuvor beschriebenen Versuchsreihe.
Bei jeder Beprobung wurde zunächst eine Bestimmung der Fe 2+ -Gehalte in der
Wasserphase mit Hilfe von Quantofix-Teststreifen Eisen 100 (Carl Roth, Karlsruhe)
durchgeführt, da bei dieser Messweise kein Verbrauch von Probenvolumen erfolgt,
welche bei der folgenden Gesamtextraktion gefehlt hätte. Darüber hinaus wurden für
die Sulfatanalytik jeweils 2 ml Wasserphase aus den Mikrokosmen mit einer Pipette
entnommen, und über Plastikspritzen und Spritzenvorsatzfilter in die
Probenahmegefäße filtriert. Der gesamte restliche Mikrokosmeninhalt wurde für eine
Flüssig-Flüssig-Extraktion und eine darauf folgende PAK-Analytik verwendet. Diese
Extraktion erfolgte in Anlehnung an die DIN 38414 S23 (2002), welche auch für die
Extraktion und Bestimmung der PAK-Gehalte in den Sedimentproben genutzt wurde
(siehe Kapitel 2.3.4). Dabei wurden die in den Mikrokosmen bereits enthaltenen
Wassermengen berücksichtigt. Eine Bestimmung der BTEX-Gehalte war aufgrund
dieses „Totalextraktionsverfahrens“ nicht möglich.
2.2.3 Mehrfachbeprobte Mikrokosmen mit Grundwasser
Die Mikrokosmenansätze, die ausschließlich Grundwasser enthielten, wurden in
500 ml-Laborflaschen mit Schraubkappen und PTFE-Dichtungen (Carl Roth,
Karlsruhe) durchgeführt. Diese wurden mit gemischtem Grundwasser der untersuchten
Probenahmestellen bis zum Rand befüllt (610 ml). Vergiftung, Inkubation und Ansatz
erfolgten in Analogie zu den zuvor beschriebenen Versuchsreihen (Je 2 vergiftete
Kontrollen und 2 abbauaktive Ansätze, zusätzliche Abdichtung durch Teflonband im
Gewinde, Inkubation anaerob und im Dunkeln, wöchentliches Schütteln). Als
Analysenparameter wurden sowohl PAK-, BTEX-, Fe 2+ - und SO4 2- -Konzentrationen
bestimmt, als auch das Redoxpotenzial ermittelt.
2.2.4 Mehrfachbeprobte Mikrokosmen mit Sediment
Auch die mehrfachbeprobten Mikrokosmenversuche mit Sediment wurden in 500 ml-
Laborflaschen (Carl Roth, Karlsruhe) durchgeführt (zusätzliche Abdichtung des
Gewindes mit PTFE-Band, anaerobe Inkubation in argondurchströmten Fässern im
Dunkeln). Das Sediment für diese Versuchsreihe wurde ebenfalls aus den
unterschiedlichen Tiefen der jeweiligen Probenahmestelle zusammengemischt. Zur
besseren Homogenisierung wurde das Sediment in der Glove-Box mit einem Mixer
durchmischt. Das Homogenisieren war hier wichtiger als bei den Ansätzen mit
zusätzlicher Wasserphase, da dort durch das Schütteln noch eine komplette
Vermischung des Sedimentes stattfinden konnte. Von diesem vermischten, feuchten

Material und Methoden 20
Sediment wurden jeweils 500 g in die Mikrokosmengefäße gegeben. In den vergifteten
Ansätzen wurde auf dieses Sediment jeweils 10 ml einer Azid-Molybdat-Stammlösung
zugegeben, um ungefähr vergleichbare Giftkonzentrationen wie in den zuvor
beschriebenen Ansätzen zu erreichen (1 g/kg Mikrokosmenmaterial Azid und 2,42 g/kg
Mikrokosmenmaterial Molybdat). In die abbauaktiven Ansätze wurden alternativ 10 ml
steriles, anaerobes Leitungswasser (autoklaviert und mit Argon durchströmt) zugefügt,
um denselben Wassergehalt wie in den vergifteten Ansätzen einzustellen. Für die
Beprobung wurden ca. 50 g Sediment aus den Versuchsgefäßen mit einem Löffel
entnommen und in Zylindergläser überführt. Die Proben wurden unmittelbar nach der
Probenahme eingefroren und kurz vor der Analyse wieder aufgetaut. In den
Sedimentproben wurden die 16 EPA-PAK-Gehalte nach vorheriger Extraktion nach
DIN 38414-23 (2002) (s. Kapitel 2.3.4) bestimmt.
2.2.5 Versuchsreihen zur Betrachtung von Interaktionen (Fe(III)/ SO4 2- )
Da in den standortnahen Ansätzen meist parallel sowohl eisen- als auch
sultatreduzierende Prozesse nachweisbar waren, sollte das Zusammenwirken dieser
Elektronenakzeptoren und Prozessinteraktionen in eigenen Versuchsreihen näher
untersucht werden. Insgesamt wurden zu diesem Aspekt drei Versuchsreihen
durchgeführt, für die alle gemischtes Grundwasser der Probenahmestelle T14 genutzt
wurde. In den ersten beiden Versuchsreihen wurden vergiftete Ansätze im Vergleich zu
Ansätzen mit Eisen- und Sulfatreduktion betrachtet, wobei in den Ansätzen zur
Eisenreduktion beide Prozesse möglich waren, da Sulfat stets in hohen Konzentrationen
vorhanden war. Für die erste Versuchsreihe wurde dabei Wasser verwendet, welches
bereits fünf Monate bei +4°C gelagert worden war, in der zweiten Versuchsreihe
wurden die Versuche unter identischen Bedingungen mit frischem Grundwasser dieser
Probenahmestelle wiederholt. Da die Schadstoffgehalte im gelagerten Grundwasser
bereits abgereichert waren, wurde hier eine Aufdotierung mit Toluol über eine
methanolische Stammlösung (Endkonzentration 10 mg/l Toluol) vorgenommen.
Für die getrennte Betrachtung eines Abbaus unter Eisen(III)-Reduktion im Vergleich zu
gemischten Bedingungen und Ansätzen mit Sulfatreduktion wurde eine dritte
Versuchsreihe durchgeführt, bei der neben den zuvor beschriebenen Ansätzen auch
Versuche mit Zugabe von amorphem Eisenoxyhydroxid und Hemmung der
Sulfatreduktion durch Zugabe von Natriummolybdat angefertigt wurden.
Den „eisenreduzierenden Ansätzen“ wurde frisch gefälltes amorphes
Eisen(III)oxyhydroxid zugegeben, welches nach der Anleitung von Lovley und Phillips
(1986) hergestellt und in sauerstofffreiem (mit Argon durchströmtem), sterilem Wasser
resuspendiert wurde (Anleitung zur Herstellung des amorphen FeOOH, s. Anhang). Es
ist von erheblicher Bedeutung, in welcher Form die Zugabe von FeOOH erfolgt, da der
Grad der Kristallinität und der spezifischen Oberfläche maßgeblich die
Bioverfügbarkeit der Eisenoxid-Minerale beeinflusst (Lovley und Phillips 1986, Lovley

Material und Methoden 21
1991, Dethlefsen 2004). Die Zugabemenge richtete sich nach den enthaltenen
Schadstoffmengen. Es wurde so viel FeOOH zugegeben, wie für eine vollständige
Mineralisierung der enthaltenen Schadstoffe nötig gewesen wäre (siehe Kapitel 2.2.10,
Tabelle 5). Bei einer Konzentration von 10 mg/l Toluol wurden folglich 350 mg/l
FeOOH zugegeben. Die Ansätze mit Sulfatreduktion wurden mit dem Reduktionsmittel
Natriumsulfid-Nonahydrat (Endkonzentration 0,025%= 250 mg/l) versetzt, um ein
adäquates Redoxmilieu für den Ablauf sulfatreduzierender Vorgänge sicherzustellen
(Page et al. 1982).
Die Mikrokosmenansätze wurden jeweils in 250 ml-Laborflaschen mit Schraubdeckeln
und PTFE-beschichteten Dichtscheiben angesetzt. Die Bedingungen der Inkubation
(dunkel, Raumtemperatur, anaerob, Schütteln), Vergiftung (Endkonzentration 1 g/l
Natriumazid zzgl. 2,42 g/l Natriummolybdat) und der Probenahme entsprachen denen
der anderen Versuchsreihen.
2.2.6 Versuche zur Bestimmung des ENA-Potenzials
Um herauszufinden, ob sich der mikrobielle Schadstoffabbau durch gezielte
Maßnahmen steigern ließe, wurden verschiedene Versuchsreihen hierzu durchgeführt.
Zunächst wurde der Schadstoffabbau unter aeroben Bedingungen für die
Probenahmestellen T9 und T14 untersucht. Das Grundwasser der flachen und tiefen
Verfilterung dieser Probenahmestellen wurde zusammengemischt. Es wurden jeweils
500 ml der gemischten Wasserproben in 1 Liter-Laborflaschen mit Schraubkappen und
PTFE-Dichtscheiben (Carl Roth, Karlsruhe) gefüllt. Durch den Luftkontakt während
dieser Arbeitsschritte konnte Sauerstoff in das Grundwasser diffundieren. Um das
anaerobe Grundwasser zusätzlich mit Sauerstoff anzureichern, wurde es langsam mit
reinem Sauerstoffgas durchströmt. Die so erreichten O2-Konzentrationen wurden mit
Hilfe einer Clark-Elektrode überprüft und lagen bei 30 mg/l. Diese Konzentrationsbereiche
sind nur nach Zugabe von reinem Sauerstoff möglich, da die maximale
Löslichkeit von Sauerstoff bei Raumtemperatur normalerweise bei ca. 10 mg/l liegt
(Morgan 1993, Wilson Durant et al. 1999). Durch die Zugabe von 500 ml in 1 Liter-
Gefäße ergab sich ein jedem Ansatz ein erhebliches Headspace-Volumen welches nach
jeder Probenahme mit reinem Sauerstoffgas gefüllt wurde, um ausreichende
Konzentrationen während der Inkubationszeit zu gewährleisten. Auch in dieser
Versuchsreihe wurden jeweils zwei abbauaktive und zwei vergiftete Parallelen
(Endkonzentration Natriumazid 1 g/l) erstellt. Während der Inkubation
(Raumtemperatur) wurden die Gefäße im Dunkeln gelagert und regelmäßig von Hand
geschüttelt.
Außerdem wurde zur Bestimmung des ENA-Potenzials die Auswirkung von
Nährstoffzugaben bzw. der Zugabe von Nitrat als alternativem Elektronenakzeptor
untersucht. Diese Versuche wurden parallel zu den abbauaktiven und vergifteten

Material und Methoden 22
Grundwassermikrokosmen angesetzt. Die Ansätze wurden in 500 ml-Laborflaschen mit
gemischtem Grundwasser aller Probenahmestellen angesetzt. Ihnen wurden eine
Nährstoff- (v.a. NPK) oder eine NO3-Stammlösung zugegeben. Die Nährstoffstammlösung
wurde in Anlehnung an das Mineralische Grundnährmedium für viele
anaerobe Bakterien nach Cypionka und Pfennig (1986, zitiert in AG Cypionka/
Paläomikrobiologie 2007) angefertigt, da bei dieser Nährstoffzusammensetzung
optimale Wachstumsbedingungen für anaerobe Bakterien zu erwarten sind. Die
Endkonzentrationen der Nährstoffzugaben in den Mikrokosmen entsprachen denen im
mineralischen Grundnährmedium.
Tabelle 3: Mineralisches Grundnährmedium nach Cypionka und Pfennig (1986, zitiert in AG
Cypionka/ Paläomikrobiologie 2007).
Substanz Zielkonzentration
KH2P04
0,20 g/l (1,5 mM)
NH4Cl 0,25 g/l (5,0 mM)
KCl 0,30 g/l (4,0 mM)
CaCl2+2 H20 0,15 g/l (1,0 mM)
MgCl2 + 6 H20 0,50 g/l (2,5 mM)
pH 6,8 – 7,0
Auf eine Zugabe von Vitamin- und Spurenelementlösungen zur Nährstoffstammlösung
wurde verzichtet, da deren Zugabe im Gelände aus Kostengründen nicht realistisch
wäre. Durch die Zugabe der Nitratstammlösung (NaNO3) wurden Endkonzentrationen
von 10 mM Nitrat (850 mg/l NaNO3, bzw. 620 mg/l NO3 - ) eingestellt, was eine häufig
verwendete Elektronenakzeptorkonzentration zur Kultivierung nitratreduzierender
Bakterien darstellt (AG Cypionka/ Paläomikrobiologie 2007). Beide Stammlösungen
wurden nach ihrer Herstellung auoklaviert und in der Glove-Box abgekühlt. Auf eine
weitere Entfernung von Sauerstoffspuren wurde verzichtet, da die Zugabemengen nur
gering waren.
2.2.7 Mikrokosmen zur Betrachtung kometabolischer Effekte
Im Rahmen dieser Versuchsreihe sollte untersucht werden, inwieweit es durch die
vorhandene Schadstoffmischung zu kometabolischen Effekten etwa in Form von
Abbauförderung oder Abbauhemmung kommt. Da es nicht möglich war, alle
Schadstoffkombinationen zu testen, wurde Naphthalin als Beispiel-Schadstoff
ausgewählt, da es neben Benzol eines der vorrangigsten Schadstoffe am Standort
darstellt und in hohen Konzentrationen auftritt. In der Versuchsreihe sollte der Einfluss
von Toluol und Benzol auf den Naphthalinabbau untersucht werden. Zu diesem Zweck
wurden vergiftete Ansätze, die alle drei Substanzen enthielten, im Vergleich zu
abbauaktiven Ansätzen angefertigt, die wahlweise Naphthalin, Naphthalin und Benzol
oder aber Naphthalin und Toluol enthielten. Für diese Mikrokosmenansätze wurde

Material und Methoden 23
gemischtes Grundwasser der Probenahmestelle T10 verwendet, da hier die
Schadstoffkonzentrationen bereits ein relativ niedriges Niveau aufwiesen und so eine
Einstellung der gewünschten Schadstoffkonzentrationen durch Zudotierung relativ
einfach möglich war. Zudem konnte hier in den standortnahen Versuchen ein gutes
Abbaupotenzial für den ausgewählten Schadstoff Naphthalin gefunden werden. Die
Zugabe der Schadstoffe erfolgte über methanolische Stammlösungen. Damit alle
Substanzen dieser kometabolischen Betrachtung den Bakterien in vergleichbaren
Stoffmengen zur Verfügung standen, wurden sie in Zielkonzentrationen von 0,1 mM
zugegeben, was 12,82 mg/l Naphthalin, 7,8 mg/l Benzol und 9,2 mg/l Toluol entsprach.
Diese Versuchsreihe wurde zweimal fast unter identischen Bedingungen durchgeführt:
Bei der ersten Versuchsreihe wurde Wasser verwendet, welches bereits vier Monate bei
+4°C gelagert worden war. In diesem Fall wurden die Versuchsansätze mit geringen
Wassermengen der abbauaktiven Mikrokosmen aller Probenahmestellen angeimpft. Für
die zweite Versuchsreihe wurde dagegen frisches Standortwasser verwendet. Die
Versuchsansätze wurden in 250 ml-Laborflaschen mit Schraubdeckeln und PTFE
beschichteten Dichtscheiben (Carl Roth, Karlsruhe) durchgeführt (Inkubation: dunkel,
anaerob, wöchentliches Schütteln, Vergiftung: Natriumazid 1 g/l, Natriummolybdat
2,42 g/l).
2.2.8
14 C-Mikrokosmen
Neben den Mikrokosmenversuchen mit den im Standortmaterial enthaltenen
Schadstoffen wurden zudem Versuchsansätze mit Zudotierung von radioaktiven
Chemikalien angefertigt. Ziel dieser Untersuchungen war es vornehmlich, Prozesse wie
Sorption oder die Bildung nicht-extrahierbarer Rückstände zu untersuchen. Darüber
hinaus sollten die Versuche dazu beitragen, eine Gesamt-Bilanzierung aller auftretenden
NA-Prozesse zu ermöglichen. Im Rahmen dieser Versuchsreihe wurde der Verbleib von
14 C-Toluol, 14 C-Naphthalin, 14 C-Phenanthren und 14 C-Pyren untersucht. Ziel dieser
Schadstoffauswahl war es, von dem am Standort vorliegenden Schadstoffspektrum
jeweils eine monoaromatische als auch je eine Verbindung mit zwei, drei und mit vier
Ringen zu betrachten. Zudem hat die kommerzielle Verfügbarkeit als konfektionierte,
radioaktiv markierte Substanz mit zur Schadstoff-Auswahl beigetragen.
Für die Anfertigung dieser Versuchsansätze wurde Grundwasser und Sediment der
Probenahmestelle T14 verwendet. Als Versuchsgefäße dienten Borosilikatglas-
Laborflaschen mit BOLA-Verschlüssen aus PTFE/PPS (BOHLENDER, Waltersberg).
Um Verflüchtigungen oder einen Sauerstoffeintritt zu vermidern, wurden die Gewinde
zusätzlich mit PTFE-Dichtband (Carl Roth, Karlsruhe) abgedichtet. Für das Ansetzen
der 14 C-Reaktoren wurde zunächst das Grundwasser mit den Radiochemikalien versetzt.
Hierzu wurde das Wasser unter Stickstoffbegasung headspace-frei in eine Laborflasche
überführt. Die jeweilige 14 C-markierte Substanz wurde mit einer Mikroliterspritze
zudotiert. Die Flaschen wurden verschlossen und das Gemisch ca. zwei Stunden auf

Material und Methoden 24
einem Magnetrührer homogenisiert. Parallel zur Animpfung der Wasserphase wurden
unter einer Stickstoffatmosphäre die Versuchsgefäße (1 Liter-Borosilikatglas-
Laborflaschen) mit einem Sedimentgemisch der unterschiedlichen Tiefen der
Probenahmestelle T14 befüllt. Das Gesamtvolumen der Sedimentphase sollte ein Drittel
des Reaktorvolumens betragen. Die Gesamtmasse der eingefüllten feuchten Sedimente
wurde gravimetrisch bestimmt. Anschließend wurden die Mikrokosmen unter einer
14
Stickstoffatmosphäre, mit dem mit C-Schadstoffen versetzten Grundwasser
headspace-frei aufgefüllt und gerührt bzw. mit Hilfe eines langen Löffels einmalig
durchmischt. Die Menge des zugefügten Reaktorwassers wurde ebenfalls bestimmt. Die
befüllten Mikrokosmen wurden mit BOLA-Verschlüssen (BOHLENDER, Waltersberg)
versehen.
Um einen zeitlichen Verlauf der ablaufenden Prozesse zu erhalten, wurden insgesamt
fünf parallele Versuchsansätze pro 14 C-Substanz angefertigt und nach verschieden
langen Laufzeiten (vier Tage bis zehn Monate) beendet. Dann wurden die
Radioaktivitätsanteile in der Wasser- und der Sedimentphase bestimmt. In der
Wasserphase wurde die Radioaktivität der Ausgangschemikalien bzw. der Metabolite
von vollständig abgebauten Schadstoffen ( 14 CO2) unterschieden. In der Sedimentphase
wurden sorbierte Schadstoffe und Metabolite über eine dreistufige Extraktion bestimmt.
Nicht-extrahierbare Schadstoffanteile wurden über die Verbrennung der Extraktionsrückstände
ermittelt. Parallel zur Bestimmung der extrahierbaren und nichtextrahierbaren
Schadstoffanteile erfolgte eine Messung der im Sediment gebundenen
Abbauprodukte ( 14 CO2). Für die 4-Tages-Versuchsansätze wurden, abweichend zu den
oben beschriebenen Mikrokosmen-Reaktoren, 50 ml-Glas-Zentrifugengefäße zu jeweils
zwei Parallelen angefertigt. Die Inkubation erfolgte bei Raumtemperatur. Während der
Inkubationszeit wurden die Reaktoren wöchentlich von Hand geschüttelt.
14 C-Ansätze zur Bestimmung der Auswirkung einer Braunkohle-Zugabe
Neben diesen Radioaktiv-Mikrokosmen zur Bestimmung und Bilanzierung von
Sorption und der Bildung nicht-extrahierbarer Rückstände wurden zudem jeweils zwei
Ansätze für die Schadstoffe Naphthalin und Pyren angefertigt, die zusätzlich eine
0,3 bzw. 1%-ige Braunkohle-Zugabe erhielten. Die Braunkohle stammte von dem
Standort Schöningen (LIMS 0309725), bezogen vom NLfB Hannover. Die
Komponenten der Braunkohle waren mit 58,8% TOC, 3,7% TS und 37% Asche
bezeichnet. Ziel dieser Ansätze war es, den Einfluss stark sorptiver Matrixbestandteile,
wie z.B. organischer Substanz (hier als Braunkohle vorliegend) auf die untersuchten
NA-Prozesse zu erfassen. Die Analysen der Reaktorlösung und des Sedimentes
erfolgten den zuvor beschriebenen 14 C-Versuchs-Ansätzen entsprechend. Die Ansätze
wurden abweichend zu den anderen Radioaktiv-Mikrokosmen in 500 ml-Gefäßen
durchgeführt.

Material und Methoden 25
Eine Übersicht über die 14 C-Mikrokosmen ist in folgender Tabelle zusammengefasst:
Tabelle 4: Übersicht über die Radioaktiv-Mikrokosmen.
Analysenparameter:
Wasserphase
14 C-CO2-Anteil Abbau
14 C-Schadstoff Unveränderte
Fraktion (nicht
abgebaut,
sorbiert oder
festgelegt) oder
hydrophile
Metabolite
Sedimentphase
14 C-Karbonat Abbau
14 C-Anteil in
Extrakten einer
dreistufigen
Extraktion
14 C-Anteil im
Verbrennungsgas
der
Extraktionsrückstände
Durch Sorption
festgelegte
Schadstoffe und
Metabolite
Nichtextrahierbarer
Rückstand
(Schadstoffe,
Metabolite, CO2)
Ansätze:
Probenahmestelle T14;
Zugabe von 14 C-Toluol 14 C-
Naphthalin, 14 C-Phenanthren
und 14 C-Pyren
Ansätze mit 14 C-Naphthalin und
14 C-Phenanthren und je 0,3 und
1% Braunkohle; je ein Probenahmetermin
2.2.9 Technische Durchführungsaspekte: Vergiftung, Gefäß,
Headspace
Für die Durchführung von Mikrokosmenversuchen werden in der Literatur zahlreiche
verschiedne Versuchsanordnungen beschrieben. Da die Vergleichbarkeit der Ergebnisse
aufgrund der unterschiedlichen Durchführungen stark eingeschränkt ist, sollten einige
Durchführungsapekte der Mikrokosmenversuche genauer untersucht und bewertet
werden. Einerseits sollte im Rahmen dieser Versuche die Vergiftung mit Hilfe von
Azid, gegenüber der mit Glutaraldehyd für anaerobe Bakterien abgesichert werden.
Andererseits sollte der Einfluss des Headspace-Volumens auf Verflüchtigungsverluste
untersucht werden.
Alle Ansätze wurden mit einem Grundwassergemisch der flachen und tiefen
Verfilterung der Probenahmestellen T9 und T14 angefertigt. Da das Wasser bereits seit
0,5 bis 2 Monaten im Kühlraum lagerte, wurden die Proben mit einer methanolischen
Toluolstammlösung aufdotiert (Endkonzentration 8,6 mg/l) und mit Na2S reduziert
(Page et al. 1982, Endkonzentration 0,008%), da durch die Standzeit ggf. Sauerstoff in
die Proben gelangt sein könnte.

Material und Methoden 26
Zur Untersuchung der Wirksamkeit der Vergiftungssubstenzen wurden Ansätze mit
Azidvergiftung (Endkonzentration 1 g/l) und Glutaraldehydvergiftung (Endkonzentration
0,25%) im Vergleich zu abbauaktiven Ansätzen betrachtet. Die Ansätze
erfolgten in 250 ml-Laborflaschen.
Für den Untersuchungsaspekt der Verflüchtigung wurden vergiftete Ansätze, bei denen
sich das Headspace durch die Probenahmen vergrößerte, im Vergleich zu Ansätzen
betrachtet, bei denen die entnommenen Probenvolumina jeweils durch die Zugabe von
Glasperlen (Ø1,7-2,0 mm, Carl Roth, Karlsruhe) kompensiert wurden und die somit
kein Headspace aufwiesen. Beide Ansätze erfolgten in 250 ml-Laborflaschen. Eine
weitere Vergleichsmöglichkeit war durch Ansätze mit einem absichtlich eingerichteten
Headspace gegeben, welche durch halb gefüllte 500 ml-Probengefäße realisiert wurden.
Zudem wurden Ansätze in Headspace-Vials (20 ml-Rollrand-Vials, Borosilikatglas mit
Butyl/PTFE-Septen und Bördelkappen: VWR International, Darmstadt) untersucht. Es
erfolgte eine Vergiftung aller Ansätze mit Natriumazid und Natriummolybdat (1 bzw.
2,42 g/l), um ausschließlich die abiotischen Verluste zu betrachten.
2.2.10 Auswertung der Mikrokosmenversuche
Ergebnisdarstellung
Im Hinblick auf die Datenauswertung ist zunächst die Ergebnisdarstellung von
Interesse. Da auch abiotische Prozesse zu einem Verschwinden der betrachteten
Schadstoffe in den Versuchsansätze führen können, kann auf einen biologischen
Schadstoffabbau ausschließlich aus dem Vergleich von biologisch aktiven Ansätzen mit
den vergifteten Kontrollen geschlossen werden. Als biologischer Abbau ist dann die
Differenzfläche zwischen diesen Ansätzen zu bezeichnen (Borden et al. 1997, Madsen
1991).
Elektronenakzeptoren
Werden in den Laborversuchen außer der Entwicklung der Schadstoffkonzentrationen
auch andere Parameter bestimmt, wie z.B. der Verbrauch von Elektronenakzeptoren,
sollten auch diese in der Datenauswertung miterfasst werden (Shimp und Pfaender
1985, Nales et al. 1998, Brauner et al. 2002). Eine Auswertung der Elektronenakzeptor-
Konzentrationsentwicklung kann beispielsweise dazu beitragen, abzuschätzen, ob der
beobachtete Verbrauch mit dem gemessenen Schadstoffabbau gegenbilanziert werden
kann. Über diese Betrachtung könnte auch ausgeschlossen werden, dass Sauerstoff in
das Versuchsgefäß gelangt ist und dort als terminaler Elektronenakzeptor genutzt
wurde.
Zur Bilanzierung des Elektronenakzeptorverbrauches und des Schadstoffabbaus können
die Enddifferenzen beider Fraktionen in den abbauaktiven und den vergifteten Ansätzen

Material und Methoden 27
genommen (Brauner et al. 2002) und unter der Annahme einer vollständigen
Mineralisierung zu CO2 und unter Berücksichtigung aller Elektronenübergänge
stöchiometrisch gegen einander aufgerechnet werden (Tabelle 5, Held et al. 2007). Bei
diesem Ansatz würden pro Mol umgesetztes Toluol (36 Elektronenübergänge) 4,5 mol
Sulfat (je 8 Elektronenübergänge) verbraucht werden. Bei der Vorgehensweise wird
allerdings nicht berücksichtigt, dass die Mineralisierung nur zum Teil vollständig ist
und der Kohlenstoff anteilig auch in die Produktion von Wärme, Biomasse oder aber in
anabolische Prozesse einfließt (Phelps et al. 1996, Burland und Edwards 1999). Diese
Aspekte würden bei der Bilanzierung nach dem Ansatz von McCarty (1971)
berücksichtigt. Für die Betrachtungen der vorliegenden Arbeit wurde der
stöchiometrische Bilanzierungsansatz angewandt, welcher zu einer Einschätzung des
maximalen Elektronenakzeptorverbrauches für die umgesetzten Schadstoffkonzentrationen
führt.
Tabelle 5: Bilanzierung von Elektronenakzeptoren und Schadstoffen, verändert nach Held et al.
(2007).
Schadstoffe TEA ]
FeOOH Fe(III)
2-
SO4 O2
-
NO3 zu N2
Elektronenübergänge
bei vollständigem
Abbau
[mol e - Molekulargewichte [g/ mol] ]
Molekular- 88,8 55,8 96,1 32 62
/ mol Substrat]
gewicht
[g/ mol]
Elektronenübergänge [mol e - / mol EA (ox./ red.)] ]
1 1 8 4 5
„Utilization Factor“
[g TEA pro umgesetztes g Substrat]
Benzol 30 78,11 34,1 21,4 4,6 3,1 4,8
Toluol 36 92,14 34,7 21,8 4,7 3,1 4,8
Ethylbenzol 42 106,17 35,1 22,1 4,8 3,2 4,9
m-, p-Xylol 42 106,17 35,1 22,1 4,8 3,2 4,9
o-Xylol 42 106,17 35,1 22,1 4,8 3,2 4,9
Naphthalin 48 128,16 33,3 20,9 4,5 3,0 4,6
Etwas komplexer ist diese stöchiometrische Betrachtung für den Elektronenakzeptor
Nitrat (+V), da nicht immer eine vollständige Reduktion bis zum N2(0) erfolgt, sondern
teils nur zu NO2 - (+III), NO(+II) oder N2O(+I). So stellten Burland und Edward (1999)
fest, dass ein Umsatz von einem Mol Benzol durchschnittlich zu einem Verbrauch von
zehn Mol NO3 - führte, während bei einer vollständigen Reduktion zu N2 lediglich sechs
Mol benötigt würden.
Abbauraten
Sollen aus den Mikrokosmendaten Abbauraten bestimmt werden, ist zunächst zu klären,
mit welcher Reaktionsordnung der Abbau am besten beschrieben werden kann.
Ausgehend von Mikrokosmenversuchen werden häufig Abbauraten 1. Ordnung
bestimmt (Borden et al. 1997, Hutchins et al. 1991a, Nielsen et al. 1996, Hutchins
1997, Brauner et al. 2002, Shimp und Pfaender 1985). Für die Bestimmung dieser Raten
1. Ordnung wird meist eine Regression der aufgetragenen Konzentrationsentwicklung

Material und Methoden 28
durchgeführt. Die erhaltene Regressionsfunktion sollte die Form eines exponentiellen
Abbaus haben:
C
−k
⋅t
= C0
⋅ e mit 0
C = Ausgangskonzentration,
k = Abbaurate
und t = Inkubationszeit
Alternativ besteht die Möglichkeit zunächst den natürlichen Logarithmus der
Konzentrationsentwicklung zu bilden. In dem Falle ist die Steigung der linearen
Regression die Abbaurate 1. Ordnung (Wilson und Wilson 1997, Wiedemeier et al.
1998, Brauner et al. 2002). Nach Borden et al. (1997) ist die biologische Verlustrate,
bzw. Netto-Abbaurate (Brauner et al. 2002) die Differenz zwischen den Abbauraten der
biologisch aktiven Ansätze und den vergifteten Kontrollen. Für die Bestimmung der
Abbauraten in den aktiven Ansätzen sollten nur die Datenpunkte verwendet werden, die
nach der Lag-Zeit liegen und den Abbau widerspiegelten, während für die Kontroll-
Mikrokosmen alle Datenpunkte zu Berechnung der Abbauraten genutzt werden sollten
(Shimp und Pfaender 1985).
2.3 Analysenverfahren
2.3.1 Ionenchromatografische Bestimmung von Sulfat und Nitrat
Die Proben für die Anionen-Analytik wurden nach der Probenahme klärfiltriert
(0,45 µm Porendurchmesser) und bis zur Analyse bei +4°C gelagert. Die
Konzentrationen von SO4 2- und NO3 - im Mikrokosmenwasser wurden
ionenchromatografisch mit Leitfähigkeitsdetektion (Waters 410, Waters GmbH
Eschborn) in Anlehnung an die DIN EN ISO 10304-1 (1995) bestimmt. Neben dem
Leitfähigkeitsdetektor bestanden weitere Komponenten des Chromatografie-Systems
aus einer Kontron-Pumpe (Kontron Instruments 325 Systems, Kontron AG, München),
dem Chromatografierecorder CR6a (Shimadzu Deutschland GmbH, Duisburg) und
einem Probenaufgabeventil von Valco (Vici Valco Instruments, Houston, USA). Der
verwendete Eluent war eine sterilfiltrierte, entgaste, 2 mM Kaliumhydrogenphthalat-
Lösung mit 2,5% Methanol (pH = 6,0). Die Flussrate betrug 0,5 ml/min. Die
Ionentrennung erfolgte durch eine CS-Anionenchromatografiesäule (PRPX 100, 150 x
4 mm, Korngröße 10 µm, CS-Chromatografie Service GmbH, Langerwehe).
2.3.2 Eisenanalytik: Fe 2+ und Gesamteisengehalte
Die Bestimmung der Fe 2+ -Gehalte in den Wasserproben der Mikrokosmenversuche
erfolgte mit Dr. Lange-Küvettentests (LCK320, Hach Lange GmbH, Düsseldorf),
welche ein Verfahren in Anlehnung an die DIN 38406 (1983) anwenden. Die Proben,

Material und Methoden 29
die für die Eisenanalytik vorgesehen waren, wurden direkt bei der Probenahme in der
Glove-Box filtriert (Spritzenvorsatzfilter mit 0,45 µm Porendurchmesser) und durch
Zugabe einer 1:4-Verdünnung von 96%-iger Schwefelsäure angesäuert (pH = 1), um sie
und insbesondere die darin enthaltenen, reduzierten Eisenverbindungen (Fe 2+ ), zu
konservieren (DIN 38406 1983). Die Proben wurden bis zur Analyse bei +4°C gelagert.
Für die Messung wurden die Proben mit 0,1 M sauerstofffreier (mit Formiergas
durchströmter) HEPES-Pufferlösung dem Messbereich entsprechend verdünnt und
neutralisiert, da die verwendeten Küvettentests einen pH-Wert von drei bis neun
voraussetzen. Die verdünnten Proben wurden in die Küvetten überführt. Das in den
Küvetten enthaltende 1,10-Phenanthrolin bildet mit den Fe 2+ -Ionen orangerote
Komplexverbindungen über die am Photometer (CADAS 200, Hach Lange, Düsseldorf)
die Fe 2+ -Konzentrationen bestimmt werden. Da Fe 2+ im neutralen Bereich nicht stabil
ist und bei Suerstoffexposition sofort oxidiert, sollten laut DIN 38406 (1983) die
Arbeiten möglichst unter Sauerstoffausschluss erfolgen. Aus diesem Grunde erfolgte
die Durchführung der Arbeiten bis zur Überführung in die Küvetten in der Glove-Box.
Die Bestimmung von Fe 2+ konnte nur in den Proben der abbauaktiven Mikrokosmen
erfolgen, da die Natrium-Anteile der Vergiftungssubstanzen die photometrische
Bestimmung über die Bildung farbiger Phenanthrolin-Komplexe stört (Fortune und
Mellon 1938). Für die vegifteten Proben wurden alternativ Gesamteisengehalte am
Atomabsorptionsspektrometer (AAS) (Aanalyst 400, Perkin Elmer LAS GmbH,
Rodgau) nach der DIN 38406-E32 (2000) bestimmt. Da bei neutralem pH-Wert
ausschließlich die reduzierten Fe 2+ -Ionen wasserlöslich sind und unlösliche Bestandteile
durch die Filtration entfernt werden, kann diese Gesamteisenbestimmung als
Annäherung für die Fe 2+ -Konzentrationen angenommen werden. Bei der Bestimmung
von Gesamteisengehalten am AAS werden die Proben in einer Flamme verdampft,
wobei die betrachteten Substanzen atomisiert werden. Die Flamme wird durch einen
Spalt mit Licht einer bestimmten Wellenlänge bestrahlt (Fe: 248,33 nm), die für die zu
analysierende Substanz spezifisch ist und von dieser absorbiert wird. Die gemessene
Extinktion ist abhängig von der Konzentration des analysierten Elementes.
2.3.3 Bestimmung des Redoxpotenzials
Die Redoxwerte in den Mikrokosmen wurden elektrometrisch mit Hilfe einer Redox-
Elektrode (Pt 4805-S7, Ingold Messtechnik GmbH, Steinbach) und einer pH/Redox-
Messstation (pH-Meter 766 Calimatic, Knick GmbH & Co. KG, Berlin) ermittelt. Die
so bestimmten Redox-Spannungen wurden entsprechend der DIN 38404 (1984) auf die
Standardwasserstoffelektrode als Bezugselektrode umgerechnet.

Material und Methoden 30
2.3.4 PAK-Analytik
SPE-Probenvorbereitung der Wasserproben
Die Wasserproben zur Bestimmung der PAK-Gehalte wurden über eine
Festphasenextraktion (SPE) für die HPLC-Analytik aufbereitet. Im Rahmen dieser
Probenvorbereitung wurden Phenomenex SPE-Kartuschen (Strata-x, 60 mg/3ml,
Phenomenex Ltd. Deutschland, Aschaffenburg) in Kombination mit einer dafür
vorgesehenen Vakuumeinheit (BAKERBOND-SPE-Extraktionseinheit, Baker-spe-12G,
Mallinckrodt Baker Deutschland, Griesheim) und einer Laboport-Membran-
Vakuumspumpe (knf-Neuberger GmbH, Freiburg) verwendet. Die Kartuschen wurden
auf die Vakuumeinheit gesteckt und zunächst mit jeweils 2 ml Methanol (Rotisolv
HPLC gradient grade, Carl Roth, Karlsruhe) konditioniert. Im Anschluss daran wurden
sie mit je 2 ml Reinstwasser (Reinstwasseranlage Ultra Clear UV, SG Water USA LCC,
Nashua, USA) equilibriert. Dann wurden jeweils 5 ml der zu analysierenden
Wasserproben über die Säulen gegeben, wobei die Analyten in der Matrix gebunden
wurden, während das Wasser eluierte. Nach der Probenaufgabe wurden die Kartuschen
zum Spülen mit 2-3 ml Reinstwasser beschickt und anschließend unter Vakuum
(-400 mbar) getrocknet. Die wasserfreien SPE-Kartuschen wurden im Folgenden mit
3 ml Dichlormethan gefüllt, welches nach einminütiger Einwirkzeit bei ca. -100 mbar
durch die Kartuschen gesogen und aufgefangen wurde. Um alle Dichlormethanreste aus
den Kartuschen zu entfernen, wurde erneut kurzzeitig ein Vakuum von -400 mbar
angelegt. Die aufgefangenen Dichlormethan-Eluate wurden mit jeweils 250 µl
Dimethylformamid versetzt und durch einen übergeleiteten Druckluftstrom (wasserfrei
und über Molekularsieb geleitet) auf dieses Volumen (250 µl) eingeengt. Anschließend
wurden sie mit Methanol auf 10 ml aufgefüllt. Die so vorbereiteten Proben wurden an
der HPLC analysiert. Für diese Probenvorbereitung wurden Wiederfindungsraten der
betrachteten Analyten bestimmt und alle später gewonnenen Ergebnisse mit diesen
Wiederfindungen korrigiert.
HPLC-Analytik der aufbereiteten Wasserproben
Die über das SPE-Verfahren aufbereiteten Proben wurden über eine
flüssigchromatografische Bestimmung (High Performance Liquid Chromatography =
HPLC) analysiert. Das ProStar Chromathographiesystem von Varian (Varian
Deutschland GmbH, Darmstadt) bestand aus einem Degasser (Degassit von
MetaChem), einem Autosampler (ProStar 410), zwei ProStar 210-Pumpen, einem
Säulenofen (ProStar 510) und einem Fluoreszenzdetektor (ProStar 363). Nach der
Injektion wurden die Analyten über eine MZ-PAH-Säule (5 µm, C18, 250 x 3,0 mm,
MZ Analysentechnik, Mainz) getrennt und später wieder eluiert. Der Eluent setzte sich
zu Beginn der Analyse aus 80% Methanol (Rotisolv HPLC, gradient grade, Carl Roth,
Karlsruhe) und 20% angesäuertem (pH ~ 1,9) Reinstwasser (Ultra Clear UV, SG Water
USA LCC, Nashua, USA) zusammen. Innerhalb von 15 Minuten wurde der Anteil von
Methanol auf 100% erhöht, um alle auf der Säule gebundenen PAK-Komponenten zu

Material und Methoden 31
eluieren. Im Anschluss daran wurde die Eluentenzusammensetzung wieder auf die
Ausgangsbedinungen (80/20%) eingeregelt und bis zur Druckkonstanz equilibriert. Die
Durchflussrate betrug 0,5 ml/min. Da im Probenwasser nur die Komponenten
Naphthalin, Acenanphthen und Fluoren enthalten waren, wurde am Fluoreszenzdetektor
konstant bei einer Anregung von 280 nm und einer Emission von 330 nm ohne weitere
Wellenlängenschaltungen gemessen. Die verwendeten Kalibrierstandards wurden von
Sigma Aldrich GmbH (München) bezogen.
Flüssig-Extraktion der Sedimentproben
Die Flüssig-Extraktion der in den Sedimentproben enthaltenen PAK bzw. der
einfachbeprobten Mikrokosmenansätze erfolgte nach dem Verfahren A der DIN 38414-
23 (2002). Nach dieser Extraktionsvorschrift wurden 10 g der Sedimentproben in
Gegenwart von 100 ml Aceton (>99,5%, zur Synthese, Carl Roth, Karlsruhe), 50 ml
Petroleumbenzin (40-60°C, reinst, VWR International, Darmstadt), 20 g NaCl (>95,5%)
und 50 ml Reinstwasser (Reinstwasseranlage Ultra Clear UV, SG Water USA LCC,
Nashua, USA) extrahiert. Als Extraktionsgefäße dienten 250 ml-Laborflaschen mit
PTFE-beschichtetet Dichtscheiben (Carl Roth, Karlsruhe). Da PAK zur
Photodegradation neigen (Readman et al.1984, Cerniglia 1992), wurden die Ansätze mit
Alufolie umwickelt (Knightes und Peters 1999). Nach einer mindestens sechs Stunden
dauernden Extraktion auf einem Überkopfschüttler wurden die Extrakte zum Absetzen
im Kühlschrank gelagert. Im Anschluss daran wurde aus der überstehenden organischen
Phase 10 ml entnommen, in kalibrierten Reagenzgläsern mit 250 µl N,N-
Dimethylformamid versetzt und durch Überleiten eines mäßigen, wasserfreien
Druckluftstroms auf ein Volumen von 250 µl eingeengt. Die eingeengten Extrakte
wurden mit Methanol auf 2 ml aufgefüllt und abschließend in HPLC-Vials filtriert.
HPLC-Analytik der Sedimentextrakte
Die HPLC-Analyse der Sedimentextrakte erfolgte mit demselben HPLC-System wie die
Analyse der Wasserphase. Lediglich der Lösemittelgradient und die
Wellenlängenschaltung waren verschieden. Die Eluentenzusammensetzung betrug zu
Beginn der Analysen 78,5% Methanol und 21,5% Wasser. Innerhalb von 30 Minuten
wurde der Methanol-Anteil auf 100% hochgefahren und weitere 25 Minuten so
belassen. Danach wurden wieder die Ausgangsbedingungen eingestellt und equilibriert.
Der gesamte Probendurchlauf nahm 65 Minuten in Anspruch. Die Durchflussrate betrug
0,5 ml/min. Die Anregungs- und Emissionswellenlängen für die Fluoreszenz-Detektion
der 15 PAK-Komponenten wurden in Anlehnung an die DIN 38407-18 (1999)
eingestellt. Der verwendete Kalibrierstandard PAH-Mix 61 wurde von der Firma Dr.
Ehrenstorfer GmbH (Augsburg) bezogen. Die Auswertung der Chromatogramme
erfolgte digital über die dafür vorgesehene Galaxy Software.

Material und Methoden 32
2.3.5 BTEX-Analytik
Die monoaromatischen BTEX-Verbindungen in den Wasserproben wurden über eine
Headspace-GC-Analytik (DIN 38407 1991) bestimmt. Der verwendete
Gaschromatograf Clarus 500 inklusive dem „Turbomatrix 16“-Headspace-Sampler und
der TotalChrom Auswerte-Software stammte von der Firma Perkim Elmer LAS GmbH
(Rodgau).
Das Probenwasser wurde mit dem Lösungsvermittler Methanol zu gleichen Teilen in
Headspace-Vials überführt (Gesamtmenge 15 ml). Die Probenflaschen wurden
60 Minuten bei 80°C thermostatisiert. Die Injektionsmenge wurde über die
Injektionszeit (0,3 Min.) definiert. Transfer-Line, Nadel und Injektor hatten
Temperaturen von 104, 95 bzw. 110°C. Die Injektion erfolgte im Splitbetrieb mit einem
Splitflussverhältnis von 1:20. Der Säulenfluss des Trägergases N2 betrug 0,2 ml/min.
Der Säulenofen wurde im Temperatur-Gradienten-Programm betrieben: Nach einer 2,5minütigen
isothermen Phase bei 30°C erfolgte ein Temperaturanstieg mit 4°C/Min. auf
50°C und anschließend mit 15°C/Min. auf 160°C. Bei dieser Temperatur wurde die
Säule im Anschluss zwei Minuten ausgeheizt. Die verwendete Trennsäule war eine
Fused Silica-Kapillarsäule von Macherey Nagel (MN-3665-22, 25 m Länge, 0,32 mm
Innendurchmesser, Macherey Nagel GmbH & Co KG, Düren). Die Detektion erfolgte
mit Hilfe eines Flammenionisationsdetektors (FID), unter Verwendung von Wasserstoff
(5.0) und Druckluft (20/21 Vol-% O2) als Brenngase.
Die Standards, die zur Kalibrierung dieser Methode Verwendung fanden, wurden von
der Firma Sigma Aldrich bezogen (HC BTEX Mix, 2000 µg/ml, Sigma Aldrich). Die
Behandlung der Standards erfolgte in Analogie zu den Wasserproben.
2.3.6
14 C-Analysentechniken
Der Einsatz radioaktiv markierter Substanzen bietet den Vorteil einer einfachen
Analytik bei gleichzeitig hoher Empfindlichkeit. Zudem unterscheiden sich die
chemischen Eigenschaften der markierten Substanzen nicht messbar gegenüber
unmarkierten Substanzen, so dass deren Verhalten vergleichbar ist.
β-Szintillometrische Bestimmung der Radioaktivität
Bei der Szintillationsmessung wird die radioaktive Substanz mit einem
Szintillationscocktail, bestehend aus einem aromatischen Lösungsmittel und einem
Szintillator, gelöst bzw. suspendiert. Es kommt zu Kollisionen zwischen den emittierten
β-Teilchen (β-Strahlung = Elektronen) und den Lösungsmittelmolekülen, wobei letztere
bestimmte Energiemengen aufnehmen und in einen angeregten Zustand übergehen. Die
aufgenommene Energie kann entweder auf ein anderes Lösungsmittelmolekül
übertragen werden oder als Phosphoreszenz (260 – 340 nm) abgestrahlt werden. Der im
Szintillationscocktail enthaltene Szintillator nimmt diese Phosphoreszenzstrahlung des

Material und Methoden 33
Lösungsmittels auf und sendet danach Strahlung einer höheren Wellenlänge (340 bis
400 nm aus. Diese Fluoreszenzstrahlung wird vom Szintillationszähler gemessen.
Bestimmung der radiochemischen Verunreinigung der eingesetzten Chemikalien
Zu Beginn der Untersuchungen wurde die spezifische Aktivität und die radiochemische
Reinheit der verwendeten Radiochemikalien bestimmt (Tabelle 6). Diese
Substanzeigenschaften sind insofern von Bedeutung, als sie maßgeblich die
Nachweisgrenze für einen Schadstoffabbau mitbestimmen, da dieser nur dann sicher
nachgewiesen ist, wenn er signifikant von der Verunreinigung zu unterscheiden ist.
Tabelle 6: Eigenschaften der verwendeten Radiochemikalien.
Substanz Spez. Aktivität [Bq/ mmol] Radiochemische Reinheit
14 C-Toluol 3,774E+08 >98%*
14 C-Naphthalin 3,737E+08 98,0%
14 C-Phenanthren 4,181E+08 94,5%
* Herstellerangabe
14 C-Pyren 1,195E+09 97,2%
Da die Herstellerangaben bzgl. der radiochemischen Reinheit der 14 C-Substanzen i.d.R.
nicht zuverlässig sind, wurden Stammlösungen der verwendeten Radiochmikalien vor
dem Einsatz in den Mikrokosmen mit Hilfe einer Radio-HPLC überprüft. Der hierfür
verwendete Eluent bestand aus 55% Acetonitril und 45% einer 0,1%-igen wässrigen
Phosphorsäure, die Flussrate betrug 1 ml/min. Die Trennung erfolgte isochratisch. Der
Trennsäule (Macherey-Nagel, Düren) und der UV-Detektion (Detektion bei 254 nm)
war ein Fraktionssammler nachgeschaltet, welcher zeitlich aufgelöst den Eluenten
inklusive der darin enthaltenen Radiochemikalien auffing (Sammelzeiten 5 Sekunden
bis 1 Minute). Aus den Einzelbestimmungen der Radioaktivitäten in den aufgefangenen
Fraktionen konnten Radiochromatogramme erstellt und darüber Radioaktivitätskonzentrationen
der Substanzen bestimmt werden. Die über dieses Verfahren
ermittelten radiochemischen Reinheiten der verwendeten Substanzen lagen zwischen
94,5 und 98%. Für Toluol war eine Überprüfung mit der HPLC aufgrund seiner hohen
Flüchtigkeit nicht möglich. Nach Angabe des Herstellers lag die radiochemische
Reinheit von Toluol mindestens bei 98%.
Bestimmung der Radioaktivität in der Reaktor-Lösung
Zur Bestimmung der Gesamtradioaktivität der Reaktorlösungen wurde jeweils ca. 1 ml
Reaktorwasser mit einer Spritze aus den Mikrokosmen entnommen und direkt in mit
Szintillationscocktail versehene, ausgewogene Analysen-Vials gespritzt. Die exakte
Probenmenge wurde gravimetrisch bestimmt. Es erfolgten Doppelbestimmungen.

Material und Methoden 34
Zur Bestimmung der 14 C-CO2-Gehalte in der Reaktorlösung wurde diese in einer
speziellen Apparatur (Abbildung 4) aufgeschlossen. In die Aufschlussflasche
(Fassungsvolumen 100 ml) wurden jeweils 20 ml der Reaktorlösung und 20 ml einer
10%-igen Phosphorsäure mit Hilfe einer Spritze über ein Septum zugegeben. Die
Phosphorsäure sollte das in der Reaktorlösung enthaltene CO2 austreiben. Das
Aufschlussgefäß wurde für 30 Minuten mit Stickstoffgas durchströmt und dieses
„Trägergas“ mit allen aus der Reaktorlösung freigesetzten Gasen sukzessiv durch
verschiedene Fallen geleitet.
Abbildung 4: Apparatur zum Aufschluss der Reaktorlösung zur Bestimmung des 14 C-CO2-
Anteils.
Die zwei zuerst durchströmten Gefäße (50 ml Glassschliff-Zentrifugengläser mit
Gaswaschflaschen-Aufsatz) waren jeweils mit 40 ml Acetonitril gefüllt. Die Aufgabe
dieser Lösemittelfallen bestand darin, flüchtige Kontaminanten oder Metabolite
aufzufangen, damit diese nicht zum später bestimmten CO2-Anteil beitrugen. Darauf
folgten zwei gleiche Fallen, die mit jeweils 7 ml CarboSorb E (Perkin Elmer,
Groningen) gefüllt waren und das sauer ausgetriebene CO2 binden sollten. Die erste der
beiden darauffolgenden Gaswaschflaschen enthielt konzentrierte Schwefelsäure, um ein
Austreten von CarboSorb-Dämpfen zu verhindern. Die zweite Gaswaschflasche war zur
sicheren Dekontamination des „Trägergases“ mit Aktivkohle befüllt.
Die in den CarboSorb-Fallen eingefangene Radioaktivität wurde szintillometrisch
quantifiziert. Darüber hinaus wurden auch die „ausgeblasene“ Aufschlusslösung und
das Acetonitril aus den ersten beiden Fallen auf Radioaktivität hin untersucht, um die
Fraktionen „organisch und nicht flüchtig“ bzw. „organisch und flüchtig“ zu erfassen.

Material und Methoden 35
Naphthalin-Langzeitversuch, 105. Inkubationstag
Aufschluss der Reaktorlösung mit H3PO4
Radioaktivität pro ml aufgeschlossener Probe [dpm]
294
110
322
Carbosorb
Acetonitril
Aufschlusslösung
Naphthalin-Langzeitversuch, 105. Inkubationstag
Aufschluss der Reaktorlösung mit NaOH
Radioaktivität pro ml aufgeschlossener Probe [dpm]
448
6
300
Carbosorb
Acetonitril
Aufschlusslösung
Abbildung 5: Radioaktivität in den unterschiedlichen Fraktionen nach Säure (oben)- bzw-
Basenaufschluss (unten) der Reaktorlösung am Beispiel des Aufschluss eines
Naphthalin-Reaktors.
Neben dem Säureaufschluss wurde unter gleichen Bedingungen ein Aufschluss mit 1 M
Natronlauge (ebenfalls 20 ml) durchgeführt. Die Ergebnisse der Basenaufschlüsse
zeigten eine andere Verteilung der Radioaktivität in den untersuchten Fraktionen als
nach den Säureaufschlüssen, wie dies am Besipiel von Naphthalin in Abbildung 5
verdeutlicht ist. Der Hauptanteil der eingesetzten Substanzen war beim Basenaufschluss
stets in der Aufschlusslösung verblieben, während ein vergleichbarer Anteil wie beim
Säureaufschluss in der Acetonitril-Fraktion gefunden werden konnte (flüchtige
Schadstoffe und Metabolite). Im Gegensatz zum Aufschluss mit Phosphorsäure wurden
jedoch nur vernachlässigbare Mengen an Radioaktivität im CarboSorb gemessen, was
bedeutet, dass durch dieses Aufschlussverfahren kein CO2 freigesetzt wurde.
Andererseits ist damit sichergestellt, dass die beim Säureaufschluss im CarboSorb
gemessene Radioaktivität tatsächlich aus dem 14 CO2 stammt. Die gebildete CO2-Menge

Material und Methoden 36
wurde über die Differenz der Radioaktivität im CarboSorb von Säure- und
Basenaufschluss bestimmt.
Erfassung der Radioaktivität in der Sedimentphase
Nach Beenden der Versuchsansätze erfolgte eine Erfassung der 14 C-Anteile in den
unterschiedlichen Sedimentfraktionen. Für eine Beprobung des Reaktorsedimentes
musste zunächst die Reaktorlösung entfernt werden. Diese wurde mit einer
großvolumigen Spritze abgezogen. Das Sediment wies aufgrund des hohen
Wasseranteils eine schlammige Konsistenz auf, welche z.T. Probleme in der
Weiterverarbeitung bereitete. Lediglich bei den 4-Tages-Versuchsansätzen war eine
leichte Trennung der Phasen durch Zentrifugieren möglich. Das Sediment wurde nach
dem Entfernen der Reaktorlösung gründlich homogenisiert.
Die Bestimmung der Radioaktivität im Sediment erfolgte in zwei getrennten
Bestimmungswegen: Einerseits wurde eine dreistufige Extraktion mit anschließender
Verbrennung der Extraktionsrückstände vorgenommen, um alle extrahierbaren PAK-
Anteile als auch die festgelegten Rückstände zu erfassen. Parallel dazu wurde ein
Sedimentvolumen für einen Säureaufschluss genutzt, um den Anteil der mineralisierten
und im Sediment als Karbonat festgelegten Schadstoffe zu erfassen.
a) Erfassung der sorbierten Schadstoffanteile über eine dreistufige Extraktion
Die sorbierten Anteile der nicht abgebauten Ausgangssubstanzen und der löslichen
Metabolite wurden über eine dreistufige Extraktion ermittelt (Wienberg et al. 1995). Im
Rahmen diese Extraktion erfolgte zunächst ein Extraktionsschritt mit Methanol und
Wasser, welcher nach Eschenbach et al. (2002) geeignet ist, um weniger fest sorbierte
und damit noch bioverfügbare Schadstoffanteile loszulösen. Hierfür wurden etwa 3 g
des feuchten Sedimentes in Hungategläschen (Bellco International; Feltham UK, 15 ml
Volumen) eingewogen und mit 3 ml einer Mischung aus Methanol (p.A.) und Wasser
(50:50 Vol-%) versetzt. Das Extraktionsgemisch wurde zunächst mit einem
Vortexmischer homogenisiert und anschließend 30 Minuten in einem Ultraschallbad
behandelt, um eine Loslösung der gebundenen PAK vom Sediment in die
Extraktionslösung zu bewirken. Im Anschluss an die Extraktion wurde die Suspension
20 Minuten bei 2700 U/min zentrifugiert (Heraeus Sepatech Omnifuge 2.ORS). Die
klare Lösung wurde durch das Septum mit einer Spritze aus dem Röhrchen entnommen.
Die Menge der Lösung wurde bestimmt und die in ihr enthaltene Radioaktivität
szintillometrisch erfasst. Für die zweite Extraktionsstufe wurde in das Gläschen mit
dem Sedimentrückstand der Methanol-Wasser-Extraktion 3 ml Aceton (p.A.)
zugegeben und das Gemisch, analog zur vorangegangenen Extraktion, mit dem
Vortexmischer durchmischt, anschließend im Ultraschalbad behandelt und zentrifugiert.
Die klare Lösung wurde ebenfalls mit einer Spritze abgezogen, die Menge der Lösung
ermittelt und die Radioaktivität am Szintillationsmessgerät bestimmt. Während der

Material und Methoden 37
dritten Extraktionsstufe wurde in das Gläschen mit dem Sedimentrückstand 2,8 ml
Methanol (p.A) und 0,2 ml einer 2 M Natronlauge zugegeben. Auch dieses
Extraktionsgemisch wurde zunächst gevortext, aber anschließend eine Stunde in einem
Wasserbad bei 95°C hydrolisiert. Nach dem Abkühlen wurde die Suspension
20 Minuten bei 2700 U/min zentrifugiert. Der Überstand wurde auch nach dieser
Extraktion mit der Spritze abgezogen, die Menge des Extraktes bestimmt und
szintillometrisch vermessen.
Die Probenbehandlung bei diesem letzten Extraktionsschritt wird auch als alkalische
Verseifung oder methanolische Hydrolyse beschrieben. Sie bewirkt eine Auflösung von
Esterbindungen und damit ein Aufbrechen der Huminstoffkolloide und eine Freisetzung
der darin enthaltenen Schadstoffe (Parsons 1989, Eschenbach et al. 1994). Ether, C-C,
C-N-Bindungen sind dagegen schwer oder nicht-hydrolisierbar (Eschenbach et al.
2002), so dass über diese Bindungsformen festgelegte Subtstanzen nicht freigesetzt
werden. Die alkalische Verseifung wurde von Eschenbach et al. (1994) als
Extraktionsschritt zur vollständigen Erfassung sorbierter PAK-Anteile in den
Extraktionsablauf integriert. Allerdings ist eine Zuordnung dieser analytischen Fraktion
zur formalen Einstufung etwas problematisch, da sie eine Zwischenstellung zwischen
sorbierten und festgelegten Schadstoffanteilen einnimmt. Nach Kästner et al. (1995)
sollte diese Fraktion nicht als gebundener Rückständ betrachtet werden, da nicht klar
ist, ob durch diesen Arbeitsschritt kovalent gebundene Schadstoffe freigesetzt werden,
oder aber solche, die in Poren und Kavitäten der Huminstoff-Makromoleküle
eingeschlossen waren. Allerdings führen aber genau diese physikalischen Einschlüsse
zur Ausbildung von nicht-extrahierbaren Rückständen. Darüber hinaus dürfen laut
Grunddefinition der gebundenen Rückstände die Extraktionsverfahren die chemische
Struktur der Matrix nicht verändern, was aber bei einer alkalischen Verseifung der Fall
ist (Northcott und Jones 2000). Der durch alkalische Verseifung freigesetzte Anteil
könnte folglich auch den festgelegten Schadstoffen zugerechnet werden. In dieser
Arbeit wurden die Substanzen, die nach alkalischer Verseifung freigesetzt wurden,
entsprechend Eschenbach et al. (1994) als Vorstufe zur Bildung nicht-extrahierbarer
Rückstände betrachtet, dieser Fraktion aber nicht zugerechnet.
b) Bestimmung der nicht-extrahierbaren Rückstände durch Verbrennung der
Extraktionsrückstände
Nach der dreistufigen Extraktion wurde der fest gebundene Anteil der 14 C-Schadstoffe
und Metabolite im Sediment ermittelt, welche weder durch die Extraktionen mit
Methanol/Wasser bzw. Aceton, noch durch die alkalische Verseifung zugänglich
gemacht werden konnte. Hierzu wurde der Sedimentrückstand der dritten
Extraktionsstufe im Trockenschrank bei 60°C getrocknet und anschließend verbrannt.
Die Verbrennung des feuchten Sedimentes erfolgte in einer Verbrennungsanlage
(Ströhlein Instruments, Viersen) mit zwei sequenziell angeordneten Infrarotöfen
(Abbildung 6). Eine Menge von ca. 1-5 g Sediment wurde in ein Porzellanschiffchen

Material und Methoden 38
eingewogen und im ersten Ofen zunächst 4 Minuten auf 200°C, anschließend
10 Minuten bei 900°C erhitzt, um zunächst das enthaltene Wasser zu verdunsten.
Spätestens im zweiten Ofen folgte darauf eine Verbrennung im Sauerstoffstrom
(Qualität 4,5) bei konstant 900°C, bei der alle enthaltene organische Substanz in
Anwesenheit von Kupferoxid zu CO2 oxidiert wird.
O2
A Ofen I mit Temperaturprogrammen H,K Sicherheitsflaschen
B Ofen II zur Nachoxidation J Gaswaschflasche mit 1 M H2SO4
C Kupferoxid P Pumpe
D Zeitschaltuhren S1,2 Schliffgläser mit CO2-Adsorbens
F1,2 Durchflussmesser V Verbrennungsschiffchen
G Gaswaschflasche mit H2SO4
Abbildung 6: Verbrennungsapparatur zur Erfassung der nicht-extrahierbaren 14 C-Schadstoffanteile
im Sediment.
Die bei dem Verbrennungsvorgang freigesetzten Gase wurden mit Hilfe einer Pumpe
kontinuierlich durch die Anlage befördert, indem am Ende des Gasweges ein
Unterdruck angelegt wurde. Zum Entzug von Feuchtigkeit wurde das Verbrennungsgas
zunächst durch eine Gaswaschflasche mit konzentrierter Schwefelsäure geleitet.
Anschließend wurde das Gas zur Sorption von Kohlendioxid durch jeweils 5 ml des
dafür vorgesehenen Absorptionsmittels (CarboSorb E, Perkin Elmer, Groningen)
geleitet, das sich in zwei Schliffgläsern mit Waschgasflaschen-Aufsätzen (S1 und S2)
befand. Die diesen CO2-Fallen nachgeschalteten Gaswaschflaschen dienten der
Reinigung des „Trägergases“ durch die Bindung flüchtigen CarboSorbs. Das im
CarboSorb aufgefangene 14 C-CO2 wurde später szintillometrisch quantifiziert und so die
Gesamtaktivität im Sediment bestimmt.
Während aller Extraktionsschritte und der nachgeschalteten Verbrennung ist von einer
geringfügigen Verschleppung der Radioaktivität auszugehen, da die eingesetzten
Extraktionsmittel nicht vollständig entfernt werden können und somit geringe Mengen
der bereits lösgelösten Radioaktivität bis zum nächsten Bestimmungsschritt im

Material und Methoden 39
Sediment verbleiben. Diese Verschleppung wurde durch eine genaue Einwaage der
Proben bei jedem Schritt quantifiziert und bei der Bilanzierung rechnerisch
berücksichtigt.
c) Erfassung des Karbonat-Anteils im Sediment
Wie bereits erwähnt, erfolgte parallel zur Extraktion mit nachfolgender Verbrennung
ein Säureaufschluss des Sedimentes, um die am Sediment gebundenen Abbauprodukte
wie Karbonat oder schwach saure Verbindungen zu erfassen. Dazu wurden ca. 10 g des
feuchten Sedimentes in eine Waschflasche als Aufschlussgefäß gegeben. Aus einer
vorgeschalteten Waschflasche wurden 20 ml Säure (1:1 Mischung einer 85%-igen
Phosphorsäure und Wasser) durch Gasdruck (Stickstoff) in das Aufschlussgefäß
überführt. Der Stickstoffstrom wurde nach der Aufschlussflasche durch zwei Gefäße
mit CarboSorb (CO2-Fallen) geleitet. Die im CarboSorb aufgefangene Radioaktivität
wurde nach 30-minütigem Ausblasen des CO2 durch den durchgeleiteten
Stickstoffstrom am Szintillationszähler vermessen.
2.4 Bestimmung der Gesamtzellzahlen
Für die Erfassung der Gesamtzellzahlen wurden die im Gelände entnommenen
Wasserproben umgehend ins Labor transportiert und dort zunächst durch Zugabe von
2,5% Glutar(di)aldehyd (zur Synthese, VWR International, Darmstadt) fixiert (Lunau et
al. 2005, AG Cypionka/ Paläomikrobiologie 2007). Die Fixierung bewirkt, dass die
Zellen ihre Form behalten, die Zellwände jedoch gleichzeitig für die
Fluoreszenzfarbstoffe durchlässig bleiben (Meyer 1999). Laut Lunau et al. (2005) ist
eine Fixierung mit Gluaraldehyd einer Formaldehydfixierung überlegen, da sich nach
nach dem Anfärben ein stärkeres Fluoreszenzsignal zeigte. Nach dem Fixieren wurden
die Proben mit 4´6-Diamidino-2-phenylin (DAPI) angefärbt (Endkonzentration 5
µg/ml), da ein Anfärben mit diesem Farbstoff zu einer besseren Visualisierung von
Zellen

Material und Methoden 40
Polycarbonatfilter sind für diesen Zweck besonders gut geeignet, weil sie über
gleichmäßige Porengrößen und eine flache Oberfläche verfügen und somit die meisten
Bakterien auf der Oberfläche des Filters zurückhalten (Hobbie et al. 1997). Das
Probengefäß und die Filtrationseinheit wurden mit 5 ml sterilfiltriertem Bidest
nachgespült, um alle an den Glas-/Gefäßwänden anhaftenenden Zellen ebenfalls auf den
Filter zu befördern. Der Filter wurde durch das angelegte Vakuum getrocknet und
schließlich in fluoreszenzarmen Immersionsöl (ZEISS Immersol TM 518, Carl Zeiss,
Göttingen) auf einen Objektträger eingebettet. Eine Übersicht über diese Arbeitsschritte
ist in Abbildung 7 dargestellt.
Abbildung 7: Durchführung der Bestimmung von Gesamtzellzahlen.
Die Zellen wurden mit einem Axiostar plus-Epifluoreszenz-Mikroskop (Vorschaltgerät
mbq 52ac für die Mikroskop-Beleuchtungseinrichtung HBO 50W/AC, Carl Zeiss,
Göttingen) bei 1000-facher Vergrößerung ausgezählt. Der verwendete Filtersatz 01
(Carl Zeiss, Göttingen) kombiniert für die Anregung einen Bandpassfilter (BP 365/12),
der zu einer Anregung im ultravioletten Wellenlängenbereich führt, mit einem
Langpassfilter (LP 397) für das emittierte Licht. Es wurden jeweils 30 Zählquadrate der
Okularstrichplatte (12,5*12,5 mm, 10*10 Felder) pro Filter ausgezählt. Über die reale
Flächengröße der Zählquadrate auf dem Filter konnte auf die Gesamtzahl an Zellen auf
der gesamten Filterfläche geschlossen und unter Einbezug der filtrierten Probenmenge
die Zellzahl pro ml Grundwaser bestimmt werden.

3 Ergebnisse
3.1 Bestimmung des anaeroben Abbaupotenzials am
Standort
Das anaerobe Abbaupotenzial für den Standort Castrop-Rauxel wurde am Beispiel der
untersuchten Probenahmestellen ermittelt. Zur Bestimmung wurden die Ergebnisse der
verschiedenen Mikrokosmenuntersuchungen mit standortnahen Bedingungen genutzt.
Hierzu gehörten die mehrfachbeprobten Versuche mit Grundwasser und Sediment, die
einfachbeprobten Ansätze als auch die Versuchsreihen, die ausschließlich Grundwasser
oder Sediment enthielten. Auf einen Abbau wurde jeweils aus der Auseinanderentwicklung
der Schadstoffkonzentrationen in den abbauaktiven und in den vergifteten
Ansätzen geschlossen und die Bestimmung von Abbauraten erfolgte entsprechend der
unter 2.2.10 beschriebenen Vorgehensweise.
3.1.1 Abbau von BTEX-Komponenten
Von den monoaromatsichen Verbindungen konnte ein Abbau von Benzol, Toluol und
von m-, p-Xylol beobachtet werden, während ein Abbau von Ethylbenzol und o-Xylol
in den untersuchten Proben nicht sicher nachweisbar war (Abbildung 8). Ein Abbau von
Toluol trat bei den Probenahmestellen T9 und T14 auf, war aber bei T14 am
deutlichesten. Auch ein Abbau von m-, p-Xylol konnte bei ebendiesen
Probenahmestellen beoachtet werden, allerdings war dieser stärker bei der
Probenahmestelle T9.

Ergebnisse 42
m-, p-Xylolabbau Toluolabbau Benzolabbau
Probenahmestelle T10*
Benzol [mg/l]
Probenahmestelle T14*
Toluol [mg/l]
Probenahmestelle T9*
m-, p-Xylol [mg/l]
6
4
2
0
12
10
8
6
4
2
0
2,0
1,5
1,0
0,5
0,0
-0,5
-1,0
0 100 200 300 400 500
0 100 200 300 400 500
0 100 200 300 400 500
Inkubationszeit [Tage]
Probenahmestelle T10**
Benzol [mg/l]
Probenahmestelle T14**
Toluol [mg/l]
Probenahmestelle T14*
m-, p-Xylol [mg/l]
5
4
3
2
1
0
-1
0 100 200 300 400 500
0 100 200 300 400 500
** Ansätze mit Grundwasser und Sediment - Ergebnisse der Wasserphase
** Ansätze mit Grundwasser
16
12
8
4
0
4
3
2
1
0
-1
0 100 200 300 400 500
Inkubationszeit [Tage]
Abbauaktive Ansätze Vergiftete Ansätze
Abbildung 8: BTEX-Abbau in den Mikrokosmenversuchen (Mittelwerte und 2-fache Standardabweichungen).
Eine Degradation von Benzol wurde dagegen nur bei den Ansätzen mit Material der
Probenahmestelle T10 deutlich. Der Abbau der BTEX-Komponenten setzte teils mit
zeitlicher Verzögerung ein.
3.1.2 PAK-Abbau
Von den Polyzyklischen Aromatischen Kohlenwasserstoffen lagen im Grundwasser am
Standort vornehmlich Naphthalin, Acenaphthen und Fluoren vor, so dass auch ein
Abbau dieser Substanzen im Vordergrund stand.
Ein mikrobieller Abbau dieser PAK-Komponenten zeigte im sich im Wesentlichen bei
der Probenahmestelle T10 (Abbildung 9). Ein Naphthalinabbau konnte zwar auch in

Ergebnisse 43
den mehrfachbeprobten gemischten Mikrokosmen der Probenahmestelle T14 und ein
Acenaphthenabbau in den Sedimentmikrokosmen der Probenahmestelle T9 gefunden
werden, darüber hinaus beschränkte sich der PAK-Abbau aber auf die Ansätze der
Probenahmestelle mit der geringsten Schadstoffbelastung (T10).
Fluorenabbau Acenaphthenabbau Naphthalinabbau
Probenahmestelle T10*
Naphthalin [mg/l]
Probenahmestelle T10*
Acenaphthen [mg/l]
Probenahmestelle T10*
Fluoren [mg/l]
1,6
1,2
0,8
0,4
0,0
0,20
0,15
0,10
0,05
0,00
0,06
0,04
0,02
0,00
0 100 200 300 400 500
0 100 200 300 400 500
0 100 200 300 400 500
Inkubationszeit [Tage]
Probenahmestelle T10**
Naphthalin [mg/l]
Probenahmestelle T10**
Acenaphthen [mg/l]
Probenahmestelle T10**
Fluoren [mg/l]
0,8
0,6
0,4
0,2
0,0
0,30
0,25
0,20
0,15
0,10
0,05
0,00
0,08
0,06
0,04
0,02
0,00
0 100 200 300 400 500
0 100 200 300 400 500
0 100 200 300 400 500
Inkubationszeit [Tage]
Probenahmestelle T14*
Naphthalin [mg/l]
Probenahmestelle T10***
Acenaphthen [mg/kg]
Probenahmestelle T10***
Fluoren [mg/kg]
*** Ansätze mit Grundwasser und Sediment - Ergebnisse der Wasserphase
*** Ansätze mit Grundwasser
*** Ansätze mit Sediment
0,3
0,2
0,1
0,0
-0,1
0,16
0,12
0,08
0,04
0,00
Abbauaktive Ansätze Vergiftete Kontrollen
5
4
3
2
1
0
0 100 200 300 400 500
0 100 200 300 400 500
0 100 200 300 400 500
Inkubationszeit [Tage]
Abbildung 9: PAK-Abbau in den Mikrokosmenversuchen (Mittelwerte und 2-fache Standardabweichungen).
Unabhängig von den Abbauprozessen zeigte sich in den Ansätzen mit Grundwasser und
Sediment für alle drei PAK-Komponenten, dass zunächst eine Konzentrationsabnahme
sowohl in den abbauaktiven als auch in den vergifteten Kontrollen stattfand. Für die
Substanz Naphthalin fand parallel zu dieser Abnahme in der Wasserphase eine
Zunahme der Naphthalinkonzentration im Sediment statt (nicht dargestellt).

Ergebnisse 44
3.1.3 Abbauraten – standortnahe Bedingungen
Neben der Bestimmung des anaeroben Abbaupotenzials, wurden die Ergebnisse der
Mikrokosmenversuche darüber hinaus dazu genutzt, Abbauraten für die einzelnen
Schadstoffe zu bestimmen. Da die Abbauvorgänge am besten durch Abbauraten erster
Ordnung angenähert werden konnten, wurden entsprechende Abbauraten bestimmt,
korrigiert durch den in den abiotischen Kontrollen auftretenden Schadstoffverlust. In
den Ergebnissen dieser Netto-Abbauraten (Tabelle 7) zeigte sich für die
Probenahmestelle T10, dass die Abbauraten für die Ansätze mit und ohne Sediment für
die einzelnen Schadstoffe jeweils sehr nahe beieinander lagen. Auch die Abbauraten,
die für Naphthalin in den gemischten Ansätzen in der Sedimentphase und in der
Wasserphase bestimmt worden sind, liegen mit 0,0075 Tag -1 und 0,009 Tag -1 in einer
vergleichbaren Größenordnung.
Tabelle 7: Übersicht über die anaeroben Netto-Abbauraten 1. Ordnung [Tag -1 ]
Versuchsreihe:
MKs mit GW und Sed.,
mehrfachbeprobt
MKs mit GW und
Sed., einfachbeprobt
MKs mit GW
Probenahmestelle: T9 T10 T14 T9 T10 T14 T9 T10 T14
Naphthalin 0,0305 0,009 0,0027 0,0059 0,0101
Acenaphthen 0,0162 0,007 0,006
Fluoren 0,0132 0,0053 0,0059
Benzol 0,0302 0,0174 0,0078
Toluol
Ethylbenzol
0,0066 0,0005 0,0077 0,0007 0,0028
m-, p-Xylol 0,0063 0,0041 0,005
o-Xylol
Naphthalin Sediment 0,0075
Ansätze in denen ein anaerobes Abbaupotenzial für die entsprechenden Schadstoffe bestimmt worden ist
Kein (signifikanter/ anaerober) Abbau oder Abbaurate konnte nicht bestimmt werden
Parameter wurden nicht analysiert
Für die Probenahmestellen T9 und T14 konnten dagegen derartige Übereinstimmungen
nicht gefunden werden. Für T9 konnten lediglich die Abbauraten für Toluol und m-, p-
Xylol verglichen werden, wobei auffällt, dass die Abbauraten in den Ansätzen ohne
Sediment stets eine Größenordnung unter denen der Versuche mit Sediment lagen. Ein
ähnliches Bild ergab sich für die Probenahmestelle T14. Hier lag die Abbaurate für
Toluol mit 0,0028 Tag -1 in den Grundwasseransätzen ebenfalls deutlich unter der Rate
der gemischten Versuchsansätze (0,0077 Tag -1 ).

Ergebnisse 45
3.1.4 Elektronenakzeptornutzung beim Schadstoffabbau und
Entwicklung des Redoxpotenzials
Die Abbauprozesse spiegelten sich sowohl in der Entwicklung der Redoxpotenziale als
auch im Verbrauch der Elektronenakzeptoren wider. In fast allen Mikrokosmenversuchen
konnte eine Auseinanderentwicklung der Sulfatkonzentrationen in den
abbauaktiven Ansätzen und den vergifteten Kontrollen aufgrund einer Sulfatzehrung
(Sulfatreduktion) in den aktiven Ansätzen gefunden werden (Abbildung 10). Diese
Entwicklung war grundsätzlich in den Grundwassermikrokosmen weniger deutlich als
in den Ansätzen mit Grundwasser und Sediment. In den einfachbeprobten Ansätzen und
den Grundwassermikrokosmen der Probenahmestelle T10 konnte eine Sulfatreduktion
allein aus der Entwicklung der Sulfatkonzentrationen nicht sicher abgelesen werden.
mehrfachbeprobt
mit GW und Sed.
einfachbeprobt
mit GW und Sed.
mehrfachbeprobt
mit GW
Fe(II) [mg/l]
Fe(II) [mg/l]
Fe(II) [mg/l]
50
40
30
20
10
0
100
0
0 100 200 300 400 500
50
40
30
20
10
800
700
600
500
400
300
200
0
100
0
0 100 200 300 400 500
50
40
30
20
10
Probenahmestelle T9
*
0
100
0
0 100 200 300 400 500
Inkubationszeit [Tage]
800
700
600
500
400
300
200
800
700
600
500
400
300
200
50
40
30
20
10
800
700
600
500
400
300
200
0
100
0
0 100 200 300 400 500
50
40
30
20
10
0
100
0
0 100 200 300 400 500
50
40
30
20
10
Probenahmestelle T10
800
700
600
500
400
300
200
800
700
600
500
400
300
200
0
100
0
0 100 200 300 400 500
Inkubationszeit [Tage]
Fe(II)/ Fe gesamt - abbauaktiv
Fe(II)/ Fe gesamt - vergiftet
* Werte nach dem 210. Inkubationstag sind von Sauerstoffeintritt überprägt
50
40
30
20
10
0
100
0
0 100 200 300 400 500
50
40
30
20
10
800
700
600
500
400
300
200
0
100
0
0 100 200 300 400 500
50
40
30
20
10
Probenahmestelle T14
800
700
600
500
400
300
200
800
700
600
500
400
300
200
0
100
0
0 100 200 300 400 500
Sulfat - abbauaktiv
Sulfat - vergiftet
Inkubationszeit [Tage]
Abbildung 10: Entwicklung der Elektronenakzeptoren in den mehrfach- und einfachbeprobten
Mikrokosmen mit Grundwasser und Sediment und in den Grundwassermikrokosmen
(Mittelwerte und 2-fache Standardabweichungen).
In den mehrfachbeprobten Ansätzen mit Grundwasser und Sediment der
Probenahmestellen T10 und T14 (T14 nur während der ersten 150 Inkubationstage)
zeigte sich eine ganz andere Entwicklung mit einer Sulfatzunahme sowohl in den
Sulfat [mg/l]
Sulfat [mg/l]
Sulfat [mg/l]

Ergebnisse 46
abbauaktiven als auch in den Kontroll-Ansätzen. Diese Sulfatzunahme fiel zudem
deutlicher in den abbauaktiven Versuchen aus. Der Anstieg der Sulfatkonzentrationen
scheint auf Reaktionen zu beruhen, die durch das Zusammenmischen der Wasser- und
Sedimentphase hervorgerufen wurde, da er nur bei den gemischten, mehrfachbeprobten
Ansätzen auftrat.
In einigen Ansätzen war die Sulfatreduktion von einem anfänglichen Anstieg der Fe 2+ -
Konzentrationen, also offensichtlich einer Fe(III)-Reduktion, und später von einem
Rückgang derselben in den abbauaktiven Ansätzen begleitet. Eisen- und
sulfatreduzierende Prozesse liefen folglich zunächst parallel zueinander ab. Es ist davon
auszugehen, dass der Rückgang der Fe 2+ -Konzentrationen im späteren Inkubationsverlauf
darauf zurückzuführen ist, dass das während der Sulfatreduktion gebildete
Sulfid und das gelöste Fe 2+ zusammen Eisen(II)sulfid (Schwefeleisen, FeS) bilden,
welches als schwarzer Niederschlag ausfällt (siehe Gleichung 1). Dies ist ein
einschlägiger geochemischer Prozess.
Fe 2+ + HS - ↔ FeS↓ + H + (1)
Diese FeS-Fällung wurde in den Grundwasseransätzen zudem durch eine
Schwarzfärbung (Abbildung 11) belegt. Teilweise konnte in den Ansätzen durch das
Auftreten dieser FeS-bedingten Schwarzfärbung auch auf die Existenz sulfatreduzierender
Prozesse rückgeschlossen werden, wenn diese sich aufgrund des hohen
Sulfatkonzentrationsniveaus als auch den z.T. nur geringen Differenzen nicht aus den
Konzentrationsveränderungen selber ableiten ließen. Dies war beispielsweise bei den
Grundwasseransätzen der Probenahmestelle T10 der Fall, wo nur die Schwarzfärbung
der biologisch aktiven Ansätze sicher auf eine Sulfatreduktion schließen ließ.
Abbildung 11: Mikrokosmenansätze mit Grundwasser für die Probenahmestelle T9 (links), T10
(Mitte) und T14 (rechts) nach 305 Inkubationstagen. Biologisch aktive Ansätze
(links) und vergiftete Kontrollen (rechts).
In einigen vergifteten Mikrokosmen zeigte sich eine anfängliche Abnahme der Fe 2+ -
Konzentrationen. In den Grundwassermikrokosmen trat diese Abnahme sogar sowohl in

Ergebnisse 47
den abbauaktiven als auch in den vergifteten Ansätzen auf. Eine Eisenreduktion war
hier folglich nicht nachweisebar.
Neben dem Ablesen der relevanten Eletronenakzeptorprozesse wurden die Ergebnisse
der Elektronenakzeptoren auch für eine Bilanzierung des Schadstoffabbaus und des
Eleltronenakzeptorverbrauches entsprechend den unter 2.2.10 genanten Kriterien
genutzt. In fast allen Fällen war der Verbrauch an Elektronenakzeptoren größer als die
Menge, die durch einen Schadstoffabbau gegenbilanziert werden konnte. Ein Großteil
des beobachteten Schadstoffabbaus muss aus Bilanzgründen auf eine Sulfatreduktion
zurückgeführt werden. Durch die bilanzierende Betrachtung wurde auch deutlich, dass
die Sulfatreduktion in den einfachbeprobten Ansätzen und den Grundwasserversuchen
der Probenahmestelle T10 nicht deutlicher ausfallen konnte: Der gemessene Abbau von
Naphthalin, Acenaphthen, Fluoren und Benzol hätte lediglich zu einem Verbrauch von
ca. 15 mg/l SO4 2- geführt.
Bei den mehrfachbeprobten gemischten Mikrokosmen der Probenahmestelle T9 zeigte
sich nach dem 210. Inkubationstag, dass der dann einsetztende Schadstoffabbau nicht
mehr mit dem Verbrauch der Elektronenakzeptoren gegenbilanziert werden konnte. Der
beobachtete Abbau aller Substanzen hätte insgesamt zu einer Zehrung von mindestens
50 bis 60 mg/l SO4 2- oder aber zu einer Produktion von 240 mg/l Fe 2+ geführt. Die
tatsächliche Differenz der Elektronenakzeptoren zwischen den abbauaktiven und den
vergifteten Ansätzen betrug aber lediglich 19 mg/l SO4 2- bzw. 0,1 mg/l Fe 2+ . Dies deutet
darauf hin, dass unbeabsichtigt ein Sauerstoffeintritt in die Ansätze erfolgt ist. Aus
diesem Grund wurde zur Einschätzung des Abbaupotenzials und zur Ableitung von
Abbauraten nur der erste Teil der Versuchslaufzeit herangezogen.
Die Abbauprozesse spiegelten sich auch in der Entwicklung der Redoxpotenziale wider.
Hier zeigte sich, im Vergleich zu den relativ gleich bleibenden Werten der vergifteten
Kontroll-Ansätze, meist eine Abnahme in den abbauaktiven Mikrokosmen durch die
Zunahme der reduzierten Verbindungen (Elektronenakzeptoren und Schadstoffe)
infolge des Schadstoffabbaus.
3.1.5 Anaerobe Mineralisierung der 14 C-Testsubstanzen
Die Ergebnisse der 14 C-Mikrokosmen ließen ebenfalls Aussagen zum Schadstoffabbau
zu. Zur Darstellung dieses Abbaupotenzials wurden die 14 C-CO2-Anteile in der
Reaktorlösung und das 14 C-Karbonat im Sediment der betrachteten radioaktiv
markierten Schadstoffe in Gegenüberstellung zu allen übrigen Fraktionen dargestellt
(Abbildung 12). Es zeigte sich für Toluol und Naphthalin ein sehr deutlicher
Schadstoffabbau, während für Pyren keine eindeutige Abbaufraktion gefunden werden
konnte. Für Phenanthren wurden zwar geringe Anteile von 14 C-CO2 bzw. -Karbonat

Ergebnisse 48
detektiert, allerdings waren diese Anteile nicht signifikant von der anfangs bestimmten
radiochemischen Verunreinigung verschieden, die für Phenanthren bei 5,5% gelegen
hatte.
14 C- Toluol Anteil [%]
14 C- Phenanthren-Anteil [%]
120
110
100
90
80
70
60
50
40
30
20
10
0
120
110
100
90
80
70
60
50
40
30
20
10
0
Toluol
120
110
100
90
80
70
60
50
40
30
20
10
Naphthalin
0
4 29 88 300 4 26 89 159 322
Inkubationszeit [Tage]
4 27 91 174 322
Inkubationszeit [Tage]
14 C- Naphthalin Anteil [%]
120
110
100
Inkubationszeit [Tage]
Phenanthren Pyren
14 C- Pyren Anteil [%]
Karbonat in Lösung Karbonat im Sediment
Wiederfindung in allen anderen Fraktionen
90
80
70
60
50
40
30
20
10
0
4 39 92 176 320
Inkubationszeit [Tage]
Abbildung 12: Schadstoffabbau in den Versuchen mit radioaktiver Schadstoffmarkierung.
Am deutlichsten war der Abbau für den Schadstoff Toluol, welcher sich bereits nach 3
Monaten auf einen Anteil von fast 80% belief. In der Zeit zwischen 3 und 10 Monaten
spiegelten sich in den Messwerten im Wesentlichen nur noch Wiederfindungsverluste
wider, so dass für die Berechnung von Abbauraten auch nur die ersten drei Monate
herangezogen wurden. Der Abbau von Naphthalin war zwar deutlich, aber dennoch
geringer als der von Toluol. Die Mineralisierung dieser Substanz lag nach 322
Inkubationstagen bei ca. 50%. Insgesamt stehen die Aussagen zum Abbaupotenzial der
14 C-Mikrokosmen in guter Übereinstimmung zu den Ergebnissen, die aus den nicht
radioaktiven Ansätzen für diese Probenahmestelle gewonnen worden waren (s. Kapitel
3.1.1 und 3.1.2). Auch dort hatte sich ein Abbau von Toluol und Naphthalin gezeigt.

Ergebnisse 49
Zudem war in den Standort- Mikrokosmenversuchen auch ein Abbau von m-, p-Xylol,
Benzol, Acenaphthen und Fluoren ermittelt worden, was im Rahmen der radioaktiven
Versuchsansätze aber nicht Teil der Untersuchungen gewesen ist.
Aus dem jeweiligen Mineralisierungsanteil (CO2 in Lösung und im Sediment) von
Toluol und Naphthalin wurden über eine lineare Regression der natürlichen
Logarithmen Abbauraten bestimmt. Da in diesem Fall der mineralisierte Anteil direkt
nachgewiesen wurde, waren die so ermittelten Abbauraten direkt vergleichbar mit den
unter Kapitel 3.1.3 bestimmten Nettoabbauraten der nicht-radioaktiven Versuchsansätze.
Eine Gegenüberstellung dieser Abbauraten (Tabelle 8) zeigte eine sehr gute
Übereinstimmung für Naphthalin (0,002 bzw. 0,0027 Tag -1 ). Für Toluol waren die
Abbauraten zwar leicht verschieden aber ebenfalls noch gut vergleichbar (0,0175 bzw.
0,0077 Tag -1 ).
Tabelle 8: Vergleich der Netto-Abbauraten [Tag -1 ] der Standort- und der Radioaktiv-
Mikrokosmen, Probenahmestelle T14.
Schadstoff
Ansatz
14 C-Mikrokosmen Standort- Parallelversuche
(Grundwasser und Sediment)
Toluol 0,0175 0,0077
Naphthalin 0,002 0,0027
In den Ergebnissen zum Abbau der zugegebenen Radiochemikalien zeigte sich darüber
hinaus, dass das Mineralisierungs-Endprodukt CO2 auch zu einem merkbaren Anteil im
Sediment festgelegt wurde. Insbesondere nach der Zugabe von 14 C-Toluol nahm diese
Fraktion im Verlauf der Mineralisierung zu.
3.1.6 Gesamtzellzahlen im Standortwasser
Neben der Durchführung von Mikrokosmenversuchen wurden als mögliche Alternative
zur Einschätzung der mikrobiellen Aktivität Gesamtzellzahlen mit Hilfe von
Epifluoreszenzmikroskopie nach DAPI-Färbung bestimmt (Abbildung 13). Diese
Erhebung beinhaltet zwar keine direkte Aussagemöglichkeit bezüglich des
Abbaupotenzials, es kann jedoch eine grobe Einschätzung vorgenommen werden, ob
die vorhandenen Schadstoffe möglicherweise als Kohlenstoffquelle genutzt werden
können (viele Zellzahlen) oder ob die Substanzen eher eine hemmende Wirkung haben
(weniger Zellzahlen).

Ergebnisse 50
Abbildung 13: Aufnahmen der fluoreszierenden Zellen nach DAPI-Färbung, links: Probe T14M,
rechts: Probe T14F, Objektiv-Vergrößerung: 1:100.
Die Ergebnisse der Gesamtzellzahlbestimmung wurden jeweils über die 3
Verfilterungstiefen gemittelt. Die gemittelten Gesamtzellzahlen für die untersuchten
Probenahmstellen und Verfilterungstiefen lagen bei den Probenahmestellen T9 und T10
in ähnlichen Bereichen (6,6 x 10 5 Zellen/ ml Grundwasser für T9, bzw. 6,0*10 5 Zellen/
ml Grundwasser für T10), während die Zellzahlen bei der Probenahmestelle T14 mit
4,0*10 6 Zellen/ ml Grundwasser fast eine Größenordnung darüber lagen. Da die
Gesamtzellzahlen auch im Zusammenhang der vorhandenen Schadstoffkonzentrationen
zu sehen sind, erfolgte eine Gegenüberstellung der Zellzahlen zu den Konzentrationen
der Summenparameter PAK und BTEX. Diese Gegenüberstellung legte nahe, dass die
höheren Gesamtzellzahlen der Probenahmestelle T14 auf den höheren Schadstoffgehalten
(v.a. BTEX) dieser Probenahmestelle beruhen.
Um differenzierte Zusammenhänge zwischen den Schadstoffgehalten und der
Bakterienbesiedlung zu erfassen, wurden Korrelationsanalysen durchgeführt (SPSS
15.0). Nach Überprüfung der Voraussetzungen wurden nicht-parametrische Spearman-
Rangkorrelationskoeffizienten zwischen den Variablen „Gesamtzellzahlen“ und den
„Konzentrationen der einzelnen Schadstoffe“ bestimmt (Dytham 2003).
Die Ergebnbisse dieser statistischen Auswertung zeigten, dass die Gesamtzellzahlen
signifikant positiv mit der Naphthalin-, der Toluol- und der m-, p-Xylol-Konzentration
korreliert sind, wobei der stärkste Zusammenhang zwischen Zellzahl und Toluolgehalt
(Rangkorrelationskoeffizient: 0,733; Signifikanz: 0,025) und der schwächste zwischen
Zellzahl und Naphthalinkonzentration (Rangkorrelationskoeffizient: 0,681; Signifikanz:
0,044) bestand. Der Korrelationskoeffizient für m-, p-Xylol lag bei 0,695 (Signifikanz
0,038). Diese Substanzen, Toluol, m-, p-Xylol und Naphthalin, waren auch die
Schadstoffe, für die in den anaeroben Abbauversuchen der stärkste Abbau gefunden
werden konnte (s. Kapitel 3.1.1 und 3.1.2).

Ergebnisse 51
3.1.7 Abhängigkeit des Abbaupotenzials von
Ausgangskonzentrationen und Begleitschadstoffen
Um das Abbaupotenzial für die unterschiedlichen Ansätze vergleichen, und generelle
Aussagen für den Standort Castrop-Rauxel ableiten zu können, wurden die Ergebnisse
der Mikrokosmenversuche in einer Tabelle zusammgefasst (Tabelle 9). Da für eine
Betrachtung, welche Substanzen bei welcher Probenahmestelle abgebaut werden, die
Ausgangskonzentrationen der Schadstoffe eine wichtige Rolle spielen, sind diese
ebenfalls mit dargestellt.
Es zeigte sich für die Probenahmestelle T9 übereinstimmend, zumindest in allen
Ansätzen, in denen die BTEX analysiert wurden, ein deutliches Abbaupotenzial für
m-, p-Xylol und ein etwas schwächeres für Toluol. In den Ansätzen mit alleiniger
Sedimentphase wurde zudem Acenaphthen und möglicherweise auch Naphthalin
abgebaut. Die Hauptkontaminanten bei dieser Probenahmestelle waren Benzol
(36 mg/l) und Naphthalin (6 mg/l), während Toluol (1,7 mg/l), m-, p-Xylol (3,6 mg/l)
und o-Xylol (1,3 mg/l) ebenfalls in Konzentrationen über 1 mg/l vorhanden waren. Die
Schadstoffe Toluol und m-, p-Xylol scheinen folglich im Abbau gegenüber dem höher
konzentrierten Naphthalin und dem ungefähr in gleichen Konzentrationen vorhandenen
o-Xylol bevorzugt zu werden. Ein Abbau von dem am höchsten konzentrierten Benzol
scheint dagegen im Vergleich zu den anderen Schadstoffen eindeutig diskriminiert zu
werden.
In den Versuchen der Probenahmestelle T10 deutete sich sowohl ein deutliches
Abbaupotenzial für Naphthalin und die anderen PAK-Komponenten (Acenaphthen und
Fluoren) als auch für Benzol an. Die Tatsache, dass der Abbau von Acenaphthen und
Fluoren weniger stark ins Gewicht fiel als der von Naphthalin, beruht darauf, dass diese
Substanzen ein bis zwei Größenordnungen geringer konzentriert vorlagen. Vergleicht
man den Abbau und die Ausgangskonzentrationen von Naphthalin und Benzol, so fällt
auf, dass Benzol, obwohl es deutlich höher konzentriert vorlag als Naphthalin, weniger
stark abgebaut wurde. Die Bakterien bevorzugen offensichtlich einen Abbau von
Naphthalin gegenüber dem von Benzol. Ein ähnlicher Effekt wurde auch durch die
Ergebnisse der Probenahmestelle T14 deutlich, bei der Benzol zwar am höchsten
konzentriert war, aber hauptsächlich Toluol, welches nahezu in gleicher Konzentration
auftrat, in geringerem Maße aber auch Naphthalin und m-, p-Xylol, abgebaut wurden.
Vergleicht man das Abbaupotenzial der Probenahmestellen, fällt auf, dass die
Substanzen, die bei T9 und T14 bevorzugt abgebaut wurden, bei der Probenahmestelle
T10, die näher am Fahnenrand liegt, nur noch in geringen Ausgangskonzentrationen
vorlagen, und diese auch nicht weiter abgebaut wurden.

Ergebnisse 52
Tabelle 9: Übersicht über den Schadstoffabbau in den Ansätzen mit standortnahen
Bedingungen. GW = Grundwasser, Sed. = Sediment, mf =mehrfachbeprobt, ef
=einfachbeprobt.
Probenahmestelle
T9
T10
T14
Mikrokosmen-
GW +
Sed. mf
Ansatz
Gw
Sed.
Naphthalin
++
L(210)
Acenaphthen
Fluoren
Untersuchte Schadstoffe
Benzol
+++
L(210)
Toluol
+
L(30)
Ethybenzol
+
L(210)
++
m-, p- Xylol
o-Xylol
+
L(210)
n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
GW + Sed., ef n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
GW
+
L(210)
++
L(30)
Sed. (+) + n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
Ausgangskonzentrationen
[mg/l]*
GW +
Sed., mf
GW + Sed., ef
GW
GW
Sed.
6,4667 0,0657 0,0143 35,6667 1,7333 0,5633 3,5667 1,3333
++
L(30-90)
++
L (30)
+
L (90)
++
L (0-90)
+
L(90)
++ ++
+
L (90)
++
L(90)
(+)
L(90)
n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
++
L(90)
Sed. (+) + + n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
Ausgangskonzentrationen
[mg/l]*
GW +
Sed., mf
1,9167 0,1530 0,0597 7,1000 0,0384 0,2167 0,1123 0,1407
Gw ++ +++
++
L(90)
Sed. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
GW + Sed., ef n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
GW +++
Sed. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
14 C ++ n.b. n.b. n.b. +++ n.b n.b. n.b
Ausgangskonzentrionen
[mg/l]*
8,7000 0,0563 0,0137 27,6667 21,4667 0,5533 6,5000 1,3133
+++ / ++/ + Starker Abbau / mittlerer Abbau / leichter Abbau
Sicherer Schadstoffabbau
Kein (eindeutige/ anaerober) Schadstoffabbau
L(…) Abbau beginnt verzögert (Inkubationstag ab dem Abbau deutlich wird, Lag-Zeit)
n.b. Schadstoffabbau wurde nicht bestimmt, da Schadstoff nicht analysiert wurde
* Werte der Analyse 03/2005 vom Ingenieurbüro WESSLING
Messwerte >1 mg/l

Ergebnisse 53
Insgesamt lässt sich festhalten, dass der Schadstoffabbau grundsätzlich sequenziell
erfolgte und durch folgende Abbaureihenfolge wiedergegeben werden könnte:
Toluol > (m-, p-Xylol, Naphthalin) > (Acenaphthen, Fluoren) > Benzol
> [(o-Xylol, Ethylbenzol)]
Im Vergleich der verschiedenen Ansätze lässt sich feststellen, dass über die
unterschiedlichen Methoden häufig relativ identische Abbaumuster gefunden wurden.
3.2 Schadstoffminderung durch Festlegungs- und
Sorptionsprozesse
Neben dem mikrobiellen Schadstoffabbau wurden als potenzielle Schadstoffminderungprozesse
auch die Festlegung und die Sorption untersucht. Informationen
bezüglich dieser Minderungsprozesse beruhen im Wesentlichen auf den Radioaktiv-
Mikrokosmen. Betrachtet man die sorbierten und gebundenen Schadstoffanteile im
Sediment, so lassen sich deutliche Unterschiede zwischen den betrachteten Substanzen
feststellen.
3.2.1 Sorption - extrahierbare Fraktion
Die extrahierbaren Schadstoffe in den 14 C-Mikrokosmen werden durch sorbierte
Ausgangschemikalien und Metabolite gebildet. Die Ergebnisse der Radioaktivitätsbestimmungen
nach den drei Extraktionsschritten zeigten deutlich, dass
Sorptionsprozesse für den Schadstoff Toluol keine große Rolle spielen, während die
Bedeutung sorptiver Prozesse mit steigender Ringzahl der betrachteten Schadstoffe
zunahm (Abbildung 14).

Ergebnisse 54
14 C-Toluol Anteil [%]
14 C-Phenanthren Anteil [%]
110
100
90
80
70
60
50
40
30
20
10
0
110
100
90
80
70
60
50
40
30
20
10
0
4
4
29
Toluol
88
Inkubationszeit [Tage]
Phenanthren
27
91
174
Inkubationszeit [Tage]
300
322
14 C-Naphthalin Anteil [%]
14 C-Pyren Anteil [%]
110
100
90
80
70
60
50
40
30
20
10
0
110
100
90
80
70
60
50
40
30
20
10
0
Pyren
Flüchtige Radioaktivität der Festphase
1. Extraktionsstufe: Methanol:H 2 O
2. Extraktionsstufe: Aceton
3. Extraktionsstufe: alkalische Verseifung
4
4
26
39
Naphthalin
89
92
159
Inkubationszeit [Tage]
176
Inkubationszeit [Tage]
Abbildung 14: Wiederfindungen der 14 C-Anteile in den Extrakten der dreistufigen Extraktion der
Reaktorsedimente. Bei der dritten Probenahme wurden die flüchtigen
Schadstoffanteile im Sediment gesondert untersucht. Diese Fraktion ist den ersten
beiden Extraktionsstufen zuzurechnen.
Darüber hinaus fällt auf, dass bei allen untersuchten Schadstoffen der Anteil der
sorbierten Fraktion im Inkubationsverlauf rückläufig war. Dies ist einerseits darauf
zurückzuführen, dass Teile der sorbierten Radioaktivität mit der Zeit wieder in dem
Maße rückgelöst wurden, wie sie durch Abbau der Lösung entzogen wurden (vgl.
Abbildung 12). Ein Abbau kann z.B. für Naphthalin als Erklärung für den Rückgang der
sorbierten Fraktion herangezogen werden. Für Phenanthren und Pyren müssen dagegen
andere Prozesse für den Rückgang der sorbierten Schadstoffanteile verantwortlich
gewesen sein. Zu einem gewissen Anteil beruht die Abnahme der sorbierten Schadstoff-
Fraktion darauf, dass auch die gesamte Wiederfindung im Inkubationsverlauf
zurückging (siehe Kapitel 3.3).
322
320

Ergebnisse 55
3.2.2 Bildung nicht-extrahierbarer Rückstände
Um den Prozess der Schadstoff-Minderung durch Bildung nicht-extrahierbarer
Rückstände näher zu betrachten, wurde dieser Aspekt in einer eigenen Abbildung
aufgegriffen (Abbildung 15). Die Anteile, die nach alkalischer Verseifung extrahiert
worden waren, wurden dabei erneut in die Ergebnisdarstellung mit aufgenommen, um
das weiterführende Festlegungspotenzial zu dokumentieren (s. Kapitel 2.3.6). Als
Fraktion der nicht-extrahierbaren Rückstände wurden die Anteile ausgewertet, die über
die Verbrennung der Extraktionsrückstände erfasst worden waren, wobei die in einem
14
parallelen Bestimmungsweg quantifizierten C-Karbonat-Gehalte von diesen
Rückständen abgezogen wurden. Da die Analyse von 14 C-Karbonat und die Extraktion
mit anschließender Verbrennung nicht in einer Bestimmungslinie, sondern an
verschiedenen Proben erfolgten, ergaben sich über die Differenzbildung teils negative
Werte für die Rückstandsfraktionen.
Die Werte der gebundenen Fraktionen weisen insgesamt sehr große Schwankungen auf,
so dass eine Ableitung allgemeiner Tendenzen für die Bildung und Entwicklung
gebundener Rückstände schwer fällt. Nach Zugabe von 14 C-Toluol zeigte sich zunächst
eine spontane Bildung von nicht-extrahierbaren Rückständen, die aber offenbar
trotzdem einem Abbau zugänglich waren, da der große Mineralisationsanteil im
späteren Inkubationsverlauf sonst nicht hätte erreicht werden können (vgl. Abbildung
12). Im späteren Inkubationsverlauf spielt eine Schadstoff-Festlegung für Toluol keine
große Rolle mehr: Der Anteil der nicht-extrahierbaren Schadstoff-Rückstände lag nach
300 Inkubationstagen nur noch bei ca. 5%.
Im Falle von Naphthalin nahm im Inkubationsverlauf der Anteil der nichtextrahierbaren
Rückstände, nicht aber der nach alkalischer Verseifung extrahierbare
Anteil zu. Zugleich war eine deutliche Abnahme der sorbierten Fraktion während des
Inkubationszeitraumes zu beobachten gewesen (Abbildung 14), so dass anzunehmen ist,
dass Teile der sorbierten Schadstoffanteile in festere Bindungsformen übergegangen
sind, welche infolgedessen den durchgeführten Extraktionen widerstanden.

Ergebnisse 56
14 C- Toluol-Anteil [%]
14 C- Phenanthren-Anteil [%]
35
30
25
20
15
10
5
0
4
35
30
25
20
15
10
5
0
4
29
Toluol
88
Inkubationszeit [Tage]
27
Phenanthren
91
174
Inkubationszeit [Tage]
300
322
14 C- Naphthalin-Anteil [%]
14 C- Pyren-Anteil [%]
35
30
25
20
15
10
5
0
4
35
30
25
20
15
10
5
0
4
Nicht-extrahierbare Rückstände (ohne gebundenes Karbonat)
Durch alkalische Verseifung extrahierbare 14 C-Anteile
26
39
Naphthalin
89
Pyren
92
159
Inkubationszeit [Tage]
176
Inkubationszeit [Tage]
Abbildung 15: Verlauf der Bildung nicht-extrahierbarer Rückstände der eingesetzten Radiochemikalien
und des darüber hinausgehenden Festlegungspotenzials.
Zudem fällt auf, dass bei Naphthalin, etwas stärker sogar noch bei den anderen
untersuchten PAK-Komponenten, der Anteil der nach alkalischer Verseifung extrahiert
wurde einen wesentlich größeren Anteil ausmachte als bei Toluol. Für Phenanthren und
Pyren wurden an allen Probenahmeterminen Anteile von nicht-extrahierbaren
Schadstoff-Anteilen nachgewiesen, allerdings in stark variierenden Größenordnungen,
so dass eine Aussage zur zeitlichen Entwicklung schwer fällt. Für diese Schadstoffe
zeigte sich im Inkubationsverlauf eine leichte Zunahme der Anteile, die nach alkalischer
Verseifung extrahiert wurden.
3.3 Gesamtbilanzierung des Schadstoffverbleibs im
anaeroben Sediment
Neben einer genaueren Betrachtung der einzelnen Prozesse, wie des mikrobiellen
Abbaus, der Sorption oder der Bildung nicht-extrahierbarer Rückstände, wurden die
Ergebnisse aus den Radioaktiv-Mikrokosmen auch dazu genutzt, eine Gesamtbilanz
aller auftretenden Prozesse und dem damit verbundenen NA-Potenzial aufzustellen. Zu
322
320

Ergebnisse 57
diesem Zweck wurde der Verbleib der eingesetzten Radiochemikalien in allen
untersuchten Fraktionen gegenübergestellt (Abbildung 16). Die Ausbeuten nach allen
Extraktionsschritten wurden hierbei zusammengefasst als sorbierte Fraktion dargestellt.
Dieser wurden der Anteil der Ausgangsschadstoffe in der Reaktorlösung, der
mineralisierte Anteil (Karbonat in Lösung) und die nicht-extrahierbare Fraktion (nach
Verbrennung bestimmt) gegenübergestellt. Die nicht-extrahierbare Schadstoff-Fraktion
wurde in diesem Fall nicht durch die darin noch enthaltenen Karbonat-Anteile
korrigiert.
14 C- Toluol-Anteil [%]
14 C-Phenanthren-Anteil [%]
120
110
100
90
80
70
60
50
40
30
20
10
0
120
110
100
90
80
70
60
50
40
30
20
10
0
4
4
Toluol
29
88
Inkubationszeit [Tage]
Phenanthren
27 91 174
Inkubationszeit [Tage]
300
322
Schadstoff in Lösung
Extrahierbar (3 Stufen)
14 C- Naphthalin-Anteil [%]
14 C- Pyren-Anteil [%]
120
110
100
90
80
70
60
50
40
30
20
10
0
120
110
100
90
80
70
60
50
40
30
20
10
0
4
4
Naphthalin
26 89 159
Inkubationszeit [Tage]
Pyren
39 92 176
Inkubationszeit [Tage]
322
320
Karbonat in Lösung
Nicht-extrahierbar (inkl. Karbonat)
Abbildung 16: Entwicklung der 14 C-Massenbilanzen für alle untersuchten Schadstoffe.
Es wird deutlich, dass sich die untersuchten Schadstoffe hinsichtlich ihres NA-
Potenzials deutlich unterscheiden. Während für Toluol v.a. der mikrobielle Abbau als
maßgeblicher NA-Prozess ins Gewicht fiel, wurde bei Naphthalin der Abbau, im
Hinblick auf das NA-Potenzial, durch die Bildung nicht-extrahierbarer Rückstände

Ergebnisse 58
verstärkt. Sorption trat bei Naphthalin zwar ebenfalls auf, dieser Anteil fand sich aber
langfristig in der abgebauten oder festgelegten Fraktion wieder. Prozesse, die im
Aquifer zu einer Verminderung von Phenanthren und Pyren führen können, sind
ausschließlich auf Sorption und die Bildung nicht-extrahierbarer Rückstände beschränkt
(ungefähres Verhältnis ¾ Sorption und ¼ Festlegung). Ein mikrobieller Abbau hat in
Bezug auf das NA-Potenzial dieser Substanzen keine Bedeutung.
Da in dieser Ergebnisdarstellung alle in einer Bestimmungslinie erfassten Fraktionen
aufsummiert dargestellt sind, kann hieran auch gut die gesamte Wiederfindung der
Ansätze abgelesen werden. Im Falle von Toluol konnte bereits in der ersten
Untersuchung lediglich eine Wiederfindung von 90% erreicht werden, während bei
allen anderen Schadstoffen die Wiederfindung zu Beginn noch leicht über 100%
gelegen hatte. Nach 10 bis 12 Monaten Inkubationszeit lagen die Wiederfindungen für
Toluol, Naphthalin, Phenanthren und Pyren lediglich noch bei 56, 71, 85 bzw. 70%.
3.4 Ergebnisse zum Prozessverständnis bzw. zum Einfluss
von Milieubedingungen
3.4.1 Eisen- und Sulfatreduktion
Um die Prozessinteraktionen bei der Nutzung der Elektronenakzptoren Fe 3+ und Sulfat
genauer zu betrachten, wurde eine gesonderte Versuchsreihe hierzu durchgeführt, bei
der Abbauprozesse unter Sulfatreduktion, Eisenreduktion und unter gemischten
Bedingungen untersucht wurden.
Die Ergebnisse der Ansätze mit gleichzeitiger Eisen- und Sulfatreduktion spiegeln nach
ungefähr 30 Inkubationstagen einen Abbau von Toluol wieder, während bei getrennter
Nutzung der Elektronenakzeptoren kein Abbau zu verzeichnen gewesen ist (Abbildung
17). Dass in diesem gemischten Ansatz parallel zum Schadstoffabbau auch beide
Elektronenakzeptoren genutzt wurden, spiegelte sich in den Konzentrationsänderungen
der Fe 2+ - und Sulfatkonzentrationen wider, wohingegen in den Versuchen mit
getrennten Elektronenakzeptorprozessen, analog zum ausbleibenden Schadstoffabbau,
auch keine Nutzung von Sulfat nachweisbar gewesen ist. In den Versuchsansätzen mit
eingestellter Eisenreduktion erfolgte jedoch eine Produktion von reduzierten
Eisenverbindungen (Fe 2+ ). In allen abbauaktiven Ansätzen setzte im späteren
Inkubationsverlauf zudem ein Naphthalinabbau ein, welcher ebenfalls am stärksten bei
gleichzeitiger Anweseheit von Fe(III) und SO4 war. Zudem kann festgestellt werden,
dass der gefundene Schadstoffabbau, der zu einer Zehrung von ca. 100 mg/l Sulfat oder
aber einer Produktion von 450 bis 500 mg/l Fe 2+ geführt hätte, vollständig durch die
beobachtete Sulfatreduktion gegenbilanziert werden konnte.

Ergebnisse 59
Naphthalin
[mg/l]
Toluol
[mg/l]
SO4 2-
[mg/l]
Fe 2+
/ Fe gesamt
[mg/l]
8
6
4
2
0
25
20
15
10
5
0
500
400
300
200
100
50
40
30
20
10
0
0 20 40 60 80 100 120 140 160
Inkubationszeit [Tage]
Vergiftet Nur Eisenreduktion, Sulfatreduktion gehemmt
Sulfat und Eisenreduktion Nur Sulfatreduktion
Abbildung 17: Mikrokosmenversuche mit eingestellter Fe 3+ - und Sulfat-Reduktion oder mit beiden
Elektronenakzeptoren Fe 3+ /SO4 2- (Mittelwerte und 2-fache Standardabweichungen).
Durch einen Vergleich der Abbauraten (Tabelle 10) wird die Einschätzung bestätigt,
dass der Abbau in den Ansätzen mit den gemischten Bedingungen, also mit Eisen- und
Sulfatreduktion, gegenüber den Ansätzen mit alleiniger Nutzung dieser Elektronenakzeptoren
verstärkt war.
Um den Schadstoffabbau mit den Versuchen unter standortnahen Bedingungen
quantitativ zu vergleichen, wurden zudem die hier beschriebenen Experimente den
Abbauraten der Standortversuche gegenübergestellt (Tabelle 10). Es zeigte sich, dass
die Zugabe von amorphen Eisenoxiden auch zu einem stärkeren Abbau führte als in den
Ansätzen mit Standortbedingungen, wo dreiwertige Eisenverbindungen lediglich in der
Sedimentphase vorlagen. Die Netto-Abbauraten von Toluol lagen beispielsweise in den
Versuchen mit FeIII-Zugabe und Anwesenheit von Sulfat bei 0,0164 Tag -1 , während die
Abbaurate in den Versuchen, die mit Standortwasser und Sediment durchgeführt
wurden, lediglich bei 0,0077 Tag -1 gelegen hatte. Ein ähnliches Bild zeichnete sich für
die Abbauraten von Naphthalin ab.

Ergebnisse 60
Tabelle 10: Vergleich der Netto-Abbauraten 1. Ordnung [Tag -1 ] der Ansätze mit eingestellten
Bedingungen der Eisen- und Sulfatreduktion mit den Netto-Abbauraten der
standortnahen Versuchsansätze. Probenahmestelle T14.
Standortnah
Versuchsreihe Elektronenakzeptoren
Toluol m-, p-Xylol Naphthalin
MKs mit GW und Sed. FeIII + SO4 0,0077 0,0041 0,0027
MKs mit GW SO4 0,0028 k.A. k.A.
MKs mit Grundwasser
FeIII k.A. k.A. 0,0028
FeIII + SO4 0,0164 k.A. 0,0076
SO4 k.A. k.A. 0,0053
k.A. Kein Schadstoffabbau Eisen und Sulfatreduktion
Nur Eisenreduktion Nur Sulkfatreduktion
Insgesamt lässt sich aus diesen Ergebnissen festhalten, dass die gleichzeitige
Anwesenheit der Elektronenakzeptoren FeIII und SO4 2- offensichtlich einen
synergistischen Effekt hat und zu einem stärkeren Schadstoffabbau führt.
3.4.2 Einfluss organischen Materials auf den Verbleib von 14 C-
Naphthalin und 14 C-Phenanthren
Im Rahmen der Radioaktiv-Mikrokosmen wurden auch Versuche mit Braunkohle-
Zugabe durchgeführt, um den Einfluss einer Zugabe organischer Substanz auf die NA-
Prozesse am Standort zu bewerten. Der Einfluss organischer Substanz auf Abbau- und
Festlegungsprozesse folgt meist nicht allgemein vorhersagbaren Regeln und sollte daher
experimentell bestimmt werden.
Die Mikrokosmen-Versuche mit Braunkohle-Zugabe wurden nach 122
Inkubationstagen beendet und die Radioaktivitätsanteile in allen Fraktionen bestimmt.
Um die Auswirkungen der Braunkohle-Zugaben bewerten zu können, wurden die
Ergebnisse dieser Versuche den Ergebnissen der „normalen“ Radioaktivansätze ohne
Braunkohle-Zugabe nach vergleichbaren Inkubationszeiträumen (3 bzw. 6 Monate)
gegenübergestellt.
Im Falle von Naphthalin zeigte sich deutlich, dass eine geringe Zugabe organischer
Substanz (0,3% Braunkohle) zu einer Verstärkung der mikrobiellen Aktivität führte, da
der mineralisierte Anteil deutlich vergrößert war (Abbildung 18). Auch die Fraktion
nicht-extrahierbarer Rückstände war im Vergleich zu den nicht mit Braunkohle
versetzten Ansätzen leicht verstärkt.

Ergebnisse 61
14 C-Naphthalin-Anteil [%]
110
100
90
80
70
60
50
40
30
20
10
0
Normal
3 Monate
Normal
6 Monate
Ansätze
+ 0,3% BK
4 Monate
+ 1% BK
4 Monate
Schadstoff in Lösung
Karbonat in Lösung
Karbonat im Sediment
Am Sediment sorbiert
Nach alkalischer Verseifung
extrahierbar
Im Sediment festgelegt (neR)
Abbildung 18: Einfluss der Zugabe von 0,3 bzw. 1% Braunkohle (BK) auf den Stoffumsatz von
14 C-Naphthalin.
Durch Zugabe von 1% Braunkohle wurde dagegen hauptsächlich eine Verstärkung der
Sorption bewirkt. Die mineralisierte Fraktion (Karbonat in Lösung und im Sediment)
war dagegen gegenüber den „normalen“ Ansätzen vermindert, wobei etwas höhere
Anteile des gebildeten CO2 im Sediment wiedergefunden werden konnten, was
wiederum die erhöhte Sorptionskapazität bei einer Zugabe von größeren Braunkohlemengen
bekräftigt.
Auch bei den mit Phenanthren durchgeführten „Braunkohle-Versuchen“ war die
Bildung nicht-extrahierbarer Rückstände und der Karbonat-Fraktion nach Zugabe von
0,3% Braunkohle verstärkt, wobei allerdings auch in diesem Zustand die „abgebaute“
Fraktion noch nicht sicher von der radiochemischen Verunreinigung zu unterscheiden
war (Abbildung 19).

Ergebnisse 62
14 C-Phenanthren-Anteil [%]
110
100
90
80
70
60
50
40
30
20
10
0
Normal
3 Monate
Normal
6 Monate
Ansätze
+ 0,3% BK
4 Monate
+ 1% BK
4 Monate
Schadstoff in Lösung
Karbonat in Lösung
Karbonat im Sediment
Am Sediment sorbiert
Nach alkalischer Verseifung
extrahierbar
Im Sediment festgelegt (neR)
Abbildung 19: Einfluss der Zugabe von 0,3 bzw. 1% Braunkohle (BK) auf den Stoffumsatz von
14 C-Phenanthren.
Eine verstärkte Sorption konnte nach Zugabe von 1% Braunkohle zwar im Vergleich
zum geringer dosierten Braunkohle-Ansatz gefunden werden, nicht aber im Vergleich
zu den „normalen“ Ansätzen. Dafür zeichnete sich für den Versuchsansatz mit 1%
Braunkohle-Zugabe im Vergleich zu den „normalen“ Ansätzen noch immer eine
verstärkte CO2-Produktion als auch eine verstärkte Festlegung im Sediment und in den
Huminstoffen ab.
3.4.3 Kometabolische Effekte
Im Rahmen dieser Versuche sollte untersucht werden, inwieweit das Vorhandensein der
Schadstoffe Toluol oder Benzol das Abbauverhalten von Naphthalin beeinträchtigt,
etwa durch das Auftreten abbaufördernder oder abbauhemmender Effekte. Die
Versuche ergaben, dass für die untersuchte Probenahmestelle (T10) keine
kometabolischen Effekte bezüglich der untersuchten Schadstoffe festgestellt werden
konnten (Ergebnisse nicht dargestellt). Hierbei muss allerdings beachtet werden, dass in
den Versuchen überhaupt kein Abbau zu verzeichnen gewesen ist, auch nicht für die
Substanzen, die unter standortnahen Bedingungen in Versuchen zu dieser
Probenahmestelle im entsprechenden Zeitraum durchaus abgebaut worden sind. Um
Aussagen zum Kometabolismus am Standort Castrop-Rauxel zu treffen, müssten
weitergehende Versuche durchgeführt werden.

Ergebnisse 63
3.5 ENA-Potenzial
Ziel der Bestimmung des ENA-Potenzials war es herauszufinden, ob die mikrobiellen
Abbauprozesse durch eine Zugabe von Nährstoffen oder aber durch die Elektronenakzeptoren
Nitrat oder Sauerstoff verbessert bzw. beschleunigt werden können.
3.5.1 Aerobe Abbauversuche
Die Ergebnisse der aeroben Versuchsreihe zeigten, dass durch eine Sauerstoffzufuhr
eine deutliche Abbausteigerung erreicht werden konnte, sowohl im Hinblick auf das
abgebaute Substanzspektrum, als auch in Bezug auf die Abbaugeschwindigkeit. Für
Naphthalin und Benzol, die unter anaeroben Bedingungen in Proben der betrachteten
Probenahmestellen nicht abgebaut worden sind, konnte in den aeroben Versuchen ein
deutliches Mineralisierungspotenzial gefunden werden. Für Toluol, welches auch unter
anaeroben Bedingungen bei beiden Probenahmestellen abgebaut worden ist, konnte
durch Sauerstoffzufuhr noch eine deutliche Abbausteigerung erreicht werden. Dies
spiegelt sich v. a. auch in den bestimmten Netto-Abbauraten (Tabelle 11) wieder. Auch
wenn der aerobe Abbau von m-, p-Xylol im Vergleich zu den anderen betrachteten
Schadstoffen eher verhalten gewesen ist, so war er im Vergleich zum anaeroben
Abbaupotenzial trotzdem verstärkt, obwohl die Abbausteigerung nicht so signifikant
gewesen ist, wie bei den zuvor genannten Schadstoffen.
Tabelle 11: Aerobe Netto-Abbauraten 1. Ordnung [Tag -1 ] im Vergleich zu den anaeroben Raten
der Grundwasserversuche.
Probenahmestelle T9 Probenahmestelle T14
Aerober Abbau Anaerober Abbau Aerober Abbau Anaerober Abbau
Naphthalin 0,3161 k.A. 0,2218 k.A.
Acenaphthen k.A. k.A. k.A. k.A.
Fluoren k.A. k.A. k.A. k.A.
Benzol 0,1301 k.A. 0,2896 k.A.
Toluol 0,2078 0,0007 0,187 0,0028
Ethylbenzol k.A. k.A. k.A. k.A.
m-, p-Xylol 0,0046 0,0004 0,0066 k.A.
o-Xylol 0,0029 k.A. 0,0058 k.A.
k.A. Kein Abbau
Für Ethylbenzol, das unter anaeroben Bedingungen persistent gewesen ist, konnte auch
unter aeroben Bedingungen kein Abbau festgestellt werden. Im Falle von o-Xylol,
welches unter anaeroben Bedingungen ebenfalls nicht abgebaut worden ist, konnte
dagegen unter aeroben Bedingungen ein Abbau festgestellt werden, allerdings war die
Datenlage für diese Aussage relativ unsicher.

Ergebnisse 64
3.5.2 Zugabe von Nährstoffen oder von Nitrat als Elektronenakzeptor
Durch die Zugabe von Nitrat konnte teils ein zusätzlicher Abbau von unter
standortnahen Bedingungen nicht verwerteten Schadstoffen oder aber eine
Abbausteigerung erreicht werden. Ein zusätzlicher Abbau konnte in den Versuchen der
Probenahmestelle T9 für Benzol und Ethylbenzol, für die Probenahmestelle T14 für
Benzol und Naphthalin gefunden werden (Abbildung 20). Besonders hervorzuheben ist
der Abbau von Ethylbenzol, welcher sowohl unter standortnahen als auch unter aeroben
Bedingungen nicht sicher abgeleitet werden konnte.
Toluol
[mg/l]
Benzol
[mg/l]
Naphthalin
[mg/l]
16
12
8
4
0
20
15
10
5
0
8
6
4
2
0
0 100 200 300 400 500
Inkubationszeit [Tage]
Abbauaktiv Vergiftet + Nährstoffe + NO 3
Abbildung 20: Versuche zur Abschätzung des ENA-Potenzials: Nährstoffezugabe bzw. Zugabe
von Nitrat als Elektronenakzeptor; Probenahmestelle T14 (Mittelwerte und 2-fache
Standardabweichungen).
Ein verstärkter Abbau durch Nitrat als Elektronenakzeptor trat bei T9 und T14 von
Toluol, bei T10 von allen Schadstoffen auf, die auch unter standortnahen Bedingungen
abgebaut worden waren. Die verstärkten Abbauintensitäten spiegeln sich auch in den
Netto-Abbauraten wieder (siehe Kapitel 3.5.3, Tabelle 12). Das Abbaupotenzial von
m-, p -Xylol wurde durch die Zugabe von Nitrat als alternativen Elektronenakzeptor
dagegen deutlich verschlechtert, da es unter diesen Bedingungen in den Versuchen der
Probenahmestelle T9 gar nicht mehr abgebaut wurde.

Ergebnisse 65
Eine Verbesserung des Abbaus durch Nährstoffzugabe konnte in keinem Fall
festgestellt werden. Teilweise wurde der Schadstoffabbau durch diese mögliche ENA-
Maßnahme im Vergleich zu den normalen abbauaktiven Ansätzen sogar verschlechtert
bzw. gehemmt.
3.5.3 Vergleich verschiedener ENA-Szenarien
Um Aussagen darüber treffen zu können, welche ENA-Maßnahme für den Standort
Castrop-Rauxel die sinnvollste Sanierungsoption wäre, muss zunächst eine
vergleichende Betrachtung der verschiedenen Möglichkeiten stattfinden. Zu diesem
Zweck wurden die bestimmten Netto-Abbauraten für die verschiedenen ENA-
Maßnahmen den Abbauraten, die ohne zusätzliche Maßnahmen oder Zugaben für die
entsprechenden Proben bestimmt worden waren, gegenübergestellt (Tabelle 12).
Hierbei wurden auch die Ergebnisse aus den Versuchen zur Bedeutung von Eisen- und
Sulfatreduktion mitberücksichtigt, da auch die Zugabe von dreiwertigem Eisen als ENA-
Maßnahme gesehen werden könnte.
Tabelle 12: Vergleich der Netto-Abbauraten [Tag -1 ] unter verschiedenen ENA-Szenarien.
Probenahmestelle
T9
T10
T14
Schadstoff Abbau unter
standortnahen
Bedingungen
Abbau mit
Nitrat als EA
Abbau mit
Eisen(III) und
Sulfat
Aerober
Abbau
Naphthalin 0,3161
Benzol 0,0013 0,1301
Toluol 0,0007 0,0013 0,2078
m-, p-Xylol 0,005 0,0046
o-Xylol 0,0029
Ethylbenzol 0,0095
Naphthalin 0,0101 0,0477
Acenaphthen 0,006 0,0174
Fluoren 0,0059 0,0106
Benzol 0,0078 0,0065
Naphthalin 0,00934 0,0076 0,2218
Benzol 0,0024 0,2896
Toluol 0,0028 0,0054 0,0164 0,187
m-, p-Xylol 0,0066
o-Xylol 0,0058
Ethylbenzol
Sicherer Schadstoffabbau
Kein (eindeutiger) Schadstoffabbau
Schadstoffabbau wurde nicht bestimmt

Ergebnisse 66
Durch diese Gegenüberstellung wird deutlich, dass erwartungsgemäß eine Zugabe von
Sauerstoff als Elektronenakzeptor die effizienteste Methode zur Abbausteigerung
darstellen würde. Aber auch der Wechsel zu Nitrat als Elektronenakzeptor führte zu
einer deutlichen Abbausteigerung, teilweise bis zu einer Größenordnung. Dieser Effekt
trat insbesondere bei den Schadstoffen Benzol und Naphthalin auf. Dagegen bewirkte
die Nitratzugabe eine Verschlechterung der Eliminierung von m-, p -Xylol.
Obwohl in Bezug auf die ENA-Option der Eisen(III)-Zugabe nur wenige Daten
vorlagen, kann zumindest die Aussage getroffen werden, dass der Abbau von Toluol bei
gleichzeitiger Anwesenheit von Fe 3+ und Sulfat als Elektronenakzeptoren auch
gegenüber der ENA-Option „Nitratzugabe“ noch leicht verstärkt ausfiel. Dagegen führte
die Zugabe von amorphem Eisenoxyhydroxid, im Gegensatz zu den anderen
Maßnahmen, zu keinem verbesserten Benzolabbau. Auch die Abbaurate von Naphthalin
fiel weniger hoch aus als in den Ansätzen mit Nitratzugabe.
3.6 Bewertung verschiedener Aspekte der
Mikrokosmendurchführung
3.6.1 Material, Probenahmestrategie und Reproduzierbarkeit
Aquifere setzen sich aus den Kompartimenten des Grundwassers und des umströmten
Sedimentes zusammen. Mikrokosmen werden teilweise mit den einzelnen Phasen oder
aber mit Mischungen aus Grundwasser und Sediment durchgeführt ohne die genaue
Auswirkung dieser Durchführungsweise zu kennen. Zusammen mit diesem „Material-
Aspekt“ sollte untersucht werden, welche Probenahmestrategie zu bevorzugen ist, bzw.
wie reproduzierbar und belastbar die Ergebnisse aus Mikrokosmenversuchen sind. Zu
diesem Zweck wurden die Ergebnisse der vergleichenden Ansätze mit Mehrfach- und
Einfachbeprobung als auch mit unterschiedlicher Beteiligung der Phasen Grundwasser
und Sediment im Hinblick auf diese Fragestellungen in direkten Vergleichsdarstellungen
aufgegriffen.
Einerseits wurde die Entwicklung der Elektronenakzeptoren der verschiedenen
Durchführungsvarianten verglichen. Für die Probenahmestelle T9 zeigte sich in dieser
Hinsicht, dass übereinstimmend in allen Ansätzen nach 30 Tagen eine Sulfatreduktion
nachweisbar war (Abbildung 21), die allerdings bei den Ansätzen, die sowohl
Grundwasser als auch Sediment enthielten, deutlich stärker ausfiel als in den
Grundwasser-Mikrokosmen. Die Eisenkonzentrationen (Fe 2+ / Fe gesamt) entwickelten
sich sowohl in den abbauaktiven als auch und den vergifteten Ansätzen seit Beginn der
Inkubation auseinander. Diese Auseinanderentwicklung war in allen mehrfachbeprobten
Ansätzen nach ca. 90 Inkubationstagen rückläufig und die Eisenkonzentrationen der

Ergebnisse 67
abbauaktiven Ansätze nähern sich wieder den vergifteten Kontrollen an. Lediglich in
den einfach beprobten Ansätzen konnte diese rückläufige Entwicklung nicht
nachvollzogen werden. Insgesamt ist die Übereinstimmung der Elektronenakzeptor-
Entwicklungen in den verschiedenen Ansätzen dieser Probenahmestelle sehr hoch.
* Die Darstellung ist nach 210 Inkubationstagen abgebrochen, da ab diesem Zeitpunkt eine sauerstoffbedingte
Beeinträchtigung der Ergebnisse angenommen werden muss.
Abbildung 21: Vergleich der Entwicklung der Elektronenakzeptoren in den verschiedenen
Ansätzen der Probenahmestelle T9 (mehrfachbp. = mehrfachbeprobt, einfachbp. =
einfachbeprobt/ Mittelwerte und 2-fache Standardabweichungen).
Ein derart paralleler Verlauf der Konzentrationen der Elektronenakzeptoren konnte für
die Probenahmestelle T10 und T14 nicht gefunden werden (Ergebnisse nicht
dargestellt). Hier wurde zwar meist eine grundsätzlich übereinstimmende Nutzung der
Elektronenakzeptoren gefunden (vgl. Kapitel 3.1.4), allerdings waren die zeitlichen

Ergebnisse 68
Verläufe oder Intensitäten der sulfat- oder eisenreduzierenden Prozesse je nach Ansatz
oder untersuchter Probenahmestelle sehr verschieden. Allgemein war die
Elektronenakzeptor-Zehrung in Anwesenheit einer Sedimentfraktion deutlich stärker.
Im Hinblick auf das Redoxpotenzial wirkte sich die Anwesenheit von Sediment
puffernd aus, da bei allen Probenahmestellen grundätzlich niedrigere Redoxpotenziale
in den Ansätzen mit alleiniger Grundwasserfraktion als in den Ansätzen mit
Grundwasser und Sediment gemessen wurden.
Auch in Bezug auf das Schadstoffabbaupotenzial erfolgte ein Vergleich der
unterschiedlichen Versuchsanordnungen. Die Entwicklungen der Naphthalinkonzentrationen
in den verschiedenen Versuchsansätzen der Probenahmestelle T10 sind
beispielsweise in Abbildung 22 gegenübergestellt.
Abbildung 22: Vergleich der Entwicklung der Naphthalinkonzentrationen in den verschiedenen
Mikrokosmenansätzen für die Probenahmestelle T10 (Mittelwerte und 2-fache
Standardabweichungen).

Ergebnisse 69
Hier zeigte sich, dass in allen durchgeführten Versuchsansätzen nach 30 bzw. 90
Inkubationstagen ein Naphthalinabbau einsetzte. Diese Übereinstimmung ist in
Anbetracht der ganz unterschiedlichen Versuchsdurchführungen überraschend. Auch
für die Schadstoffe Benzol, Acenaphthen und Fluoren konnte eine vergleichbare
Übereinstimmung im Schadstoffabbau für diese Probenahmestelle gefunden werden.
Bei der Probenahmestelle T9 konnte eine paralle Entwicklung der Konzentrationen des
Schadstoffes m-, p-Xylol, für T14 in Bezug auf Toluol gefunden werden. Dagegen
konnte in einigen Fällen auch keine Übereinstimmung gefunden werden, wie z.B. für
Toluol bei der Probenahmestelle T9 und für m-, p-Xylol und Naphthalin bei T14
(beispielhaft dargestellt m-, p-Xylol für T14: Abbildung 23). In diesen Fällen war zwar
ein Abbau in den mehrfachbeprobten Ansätzen mit Sediment und Grundwasser nicht
aber in den Grundwassmikrokosmen zu verzeichnen gewesen. Dieser Effekt, dass in
Anwesenheit einer Sedimentphase häufig mehr Komponenten abgebaut wurden oder
der Abbau intersiver war, trat bei allen untersuchten Probenahmestellen auf.
Abbildung 23: Vergleich der Entwicklung der m-, p-Xylol-Konzentrationen in den Sediment-
Wasser-Ansätzen und in den Grundwasseransätzen der Probenahmestelle T14
(Mittelwerte und 2-fache Standardabweichungen).
Um die Ergebnisse in Bezug auf Vergleichbarkeit und Reproduzierbarkeit zu
vervollständigen, wurde ein direkter Vergleich der verschiedenen Versuche, die zum
Verständnis und Zusammenwirken von eisen- und sulfatreduzierenden Prozessen
durchgeführt worden sind, vorgenommen (Abbildung 24).

Ergebnisse 70
Erste Zweite Dritte
Versuchsreihe
Toluol Toluol Toluol
[mg/l] [mg/l] [mg/l]
Erste Zweite Dritte
Versuchsreihe
Sulfat Sulfat Sulfat
[mg/l] [mg/l] [mg/l]
25
20
15
10
5
0
25
20
15
10
5
0
25
20
15
10
5
0
600
400
200
0
600
400
200
0
600
400
200
0
Netto-Abbaurate: -0,0164
Netto-Abbaurate: -0,0456
Netto-Abbaurate: -0,0219
0 50 100 150 200 250 300
Inkubationszeit [Tage]
Vergiftet Eisenreduktion
Sulfat- und Eisenreduktion Sulfatreduktion
Abbildung 24: Direkte Gegenüberstellung der Versuche zum Aspekt „Abbau durch Eisen- oder
Sulfatreduktion bzw. unter gemischten Bedingungen“ (Mittelwerte und 2-fache
Standardabweichungen).
Hier zeigte sich, dass die ablaufenden Prozesse jeweils relativ synchron einsetzten und
auch die abgeleiteten Netto-Abbauraten in vergleichbaren Bereichen lagen. Die Zehrung
des Elektronenakzeptors Sulfat fiel dagegen in den verschiedenen Versuchen
unterschiedlich aus.
3.6.2 Abiotische Kontrollen
Um Imformationen zur Anfertigung abiotischer Kontrollen zu erhalten, wurde eine
Mikrokosmen-Versuchsreihe mit dem Ziel durchgeführt, einerseits die Vergiftung mit
Hilfe von Azid für anaerobe Prozesse abzusichern und andererseits Glutaraldehyd als
alternative Vergiftungssubstanz zu testen. Zu diesem Zweck wurden mit Azid vergiftete
Ansätze im Vergleich zu Ansätzen mit Glutaraldehyd und zu abbauaktiven Ansätzen

Ergebnisse 71
betrachtet (Ergebnisse nicht dargestellt). In den Versuchen waren zwar keine
Unterschiede zwischen den Ansätzen mit Azid- und mit Glutaraldehyd-Vergiftung
festzustellen, allerdings konnte gleichzeitig auch kein Abbau in den aktiven Ansätzen
gefunden werden, so dass ein eindeutiger Beleg der Wirksamkeit von Azid im
anaeroben Milieu nicht erbracht werden konnte.
Um zu überprüfen, ob die zugegebenen Vergiftungssubstanzen ggf. einem mikrobiellen
Abbau unterworfen sind und folglich im Laufe der Inkubationszeit ihre Wirksamkeit
verlieren, wurden deren Konzentrationen im Rahmen der ionenchromatografischen
Bestimmung von SO4 2- und NO3 - überprüft. Dabei wurden zwar keine direkten
Konzentrationsbestimmungen für Azid und Molybdat vorgenommen, über das
Flächenverhältnis zu den ermittelten Sulfatkonzentrationen konnte jedoch ebenfalls eine
grobe Einschätzung vorgenommen werden, inwieweit sich die Gehalte der
Vergiftungssubstanzen verändern. Fester Bezugspunkt war die jeweilige Peak-Fläche
für 100 mg/l Sulfat, die entsprechend der gültigen Kalibrierung berechnet wurde. Die
Ergebnisse der Peakflächenverhältnisse zwischen den Azid-Peaks und den berechneten
Sulfatpeaks (100 mg/l) sind in Abbildung 25 dargestellt.
Abbildung 25: Verhältnisse der Peakflächen der Azid-Peaks zu den berechneten Peakflächen von
100 mg/l Sulfat zur Einschätzung der Konzentrationsveränderungen der
Vergiftungssubstanzen (Mittelwerte und 2-fache Standardabweichungen).
Abgesehen davon, dass die eingestellten Azidkonzentrationen in den einfachbeprobten
Ansätzen mit Grundwasser und Sediment zwischen den untersuchten Probenahmestellen
sehr unterschiedlich ausfielen, waren die Konzentrationsverläufe aber über den
beobachteten Inkubationszeitraum relativ konstant. Lediglich in Grundwasser-
Mikrokosmen deutete sich nach dem 300. Inkubationstag eine Tendenz des

Ergebnisse 72
Konzentrationsabfalls an. Eine vergleichbare Betrachtung der Konzentrationsentwicklung
wurde auch für Natriummolybdat durchgeführt, welches als spezifischer
Hemmstoff gegen Sulfatreduzierer ebenfalls den abiotischen Kontrollen zugefügt
wurde. Im Gegensatz zu den Konzentrationsentwicklungen von Natriumazid konnte für
Natriummolybdat eine Abnahme, insbesondere während der ersten 90 Inkubationstage,
festgestellt werden. Eine weitere Reduktion im folgenden Inkubationsverlauf wurde
nicht festgestellt.
3.6.3 Verluste durch Verflüchtigung
Im Rahmen einer eigenen Versuchsreihe wurde überprüft, ob die in den vergifteten
Kontrollen gefundenen Minderbefunde auf eine Verflüchtigung der Schadstoffe
zurückgeführt werden kann. Dabei sollte auch herausgefunden werden, welches
Mikrokosmen-Design am günstigsten ist, um die Schadstoffverluste in den abiotischen
Kontrollen zu vermeiden bzw. zu minimieren. Hierzu wurden verschiedene
Versuchsanordnungen mit vergiftetem Grundwasser unter Beteiligung unterschiedlicher
Headspace-Volumina bzw. Durchführungsgefäße getestet.
Im Hinblick auf das Mikrokosmendesign (unterschiedlich ausgeprägte Headspace-
Volumina) konnte durch die Versuche klar herausgestellt werden, dass das
Vorhandensein eines Leerraumes im Versuchsgefäß zu erheblich stärkeren Verlusten
der flüchtigen Schadstoffe in den abiotischen Kontrollen führt (Abbildung 26).
m-, p-Xylol
[mg/l]
Toluol
[mg/l]
Benzol
[mg/l]
3,5
3,0
2,5
2,0
1,5
1,0
12
10
8
6
4
2
0
20
15
10
5
0
0 50 100 150 200 250
Inkubationszeit [Tage]
Sich vergrößerndes Headspace,
keine Kompensation d.
Probenvolumens
Headspacefrei, entnommene
Probenvolumen wurden durch
Glasperlen kompensiert
Stets deutliche Headspace-Phase
Mikrokosmen-Ansatz in Vial
(kein Headspace, ein Ansatz
pro Probenahme)
Abbildung 26: Abiotische Verluste in den Mikrokosmen mit unterschiedlichen Headspace-
Volumina bzw. Gefäßen (Mittelwerte und 2-fache Standardabweichungen).

Ergebnisse 73
Am günstigsten waren die Ansätze mit Mehrfachbeprobung in denen die entnommenen
Probenvolumina durch Glasperlen ersetzt wurden und die Ansätze, die in Vials
angefertigt wurden. Um diese Verflüchtigungsverluste auch quantitativ einschätzen zu
können, wurden die prozentualen Verluste in den verschiedenen Ansätzen errechnet
(Tabelle 13).
Tabelle 13: Übersicht über die prozentualen abiotischen BTEX-Verluste nach 224
Inkubationstagen. HS = Headspace.
Ansätze Einheit
Benzol
Toluol
Ethylbenzol
Schadstoffverluste
Ohne HS [%] 1 4 6 8 6
Mit deutl. HS [%] 46 42 28 40 30
Mit vergr. HS [%] 27 34 22 32 22
Vial [%] 9 16 14 26 11
Henry-Konstante* [atm*m³/ mol] 0,00529 0,00625 0,00769 0,00697 0,00527
Dampfdruck* [mm*Hg] 95,20 30,00 10,00 7,00 7,00
* Angaben nach Wiedemeier et al. (1999)
In diesen Werten spiegelt sich die zuvor getroffene Bewertung der verschiedenen
Versuchsanordnungen wider. In den Versuchen, in denen das jeweils entnomme
Probenvolumen durch Glasperlen ersetzt wurde, lagen die abiotischen
Schadstoffverluste lediglich in Bereichen zwischen ein und acht Prozent. Obwohl auch
die Headspace-Vials keinen Leerraum aufwiesen, konnten hier innerhalb der
untersuchten 224 Inkubationstage bereits zwischen neun und 26 % Verluste der BTEX
durch Verflüchtigung oder andere abiotische Effekte gefunden werden. Nicht tolerabel
waren dagegen die Verluste in den Ansätzen, bei denen sich das Headspace-Volumen
mit jeder Probenahme vergrößerte (22 bis 34 % Verluste) bzw. den Ansätze, wo von
Beginn an eine deutliche Headspace-Phase eingerichtet worden war (28 bis 46%
Verluste).
3.6.4 Anaerobe Inkubation / Lagerung
In Bezug auf die anaerobe Inkubation oder Lagerung der Mikrokosmen wurden im
Rahmen dieser Arbeit verschiedene Methoden angewandt und Erfahrungen gemacht.
Einerseits erfolgte eine Lagerung in der Glove-Box, was auch uneingeschränkt
anwendbar war, allerdings aufgrund von Kapazitätsgrenzen, insbesondere bei größeren
Versuchskampagnen, nicht realistisch ist. Für größere Versuchsgefäße eignete sich die
Lagerung oder Inkubation in luftdicht verschließbaren Fässern, die über abgedichtete
m-, p-Xylol
o-Xylol

Ergebnisse 74
Schlauchanschlüsse mit sauerstofffreiem Gas gespült wurden. In diesen Gefäßen
konnten auch nach Monaten noch anaerobe Bedingungen gefunden werden.
Im Rahmen des Projektes erfolgte ebenso eine anaerobe Inkubation mit dicht
verschlossenen Plastikbeuteln unter Beteiligung eines Gasgeneratorsystems (Anaerocult
A mini, Merck, VWR International, Darmstadt), welches zu einer chemischen Bindung
von Sauerstoff führt. Mit diesem System konnten allerdings nicht immer die anaeroben
Bedingungen gesichert werden, was die unter 3.1 beschriebene Beeinflussung der
Ergebnisse durch Sauerstoff belegt.

4 Diskussion
4.1 Anaerobes Abbaupotenzial
4.1.1 Abbau in den Mikrokosmen
Die Mikrokosmenversuche zum Standort Castrop-Rauxel belegten, dass dort ein
anaerober Schadstoffabbau sowohl für die BTEX-Komponenten (mit Ausnahme von
Ethylbenzol und o-Xylol) als auch für die PAK Naphthalin, Acenaphthen und Fluoren
angenommen werden kann. Durch die Versuche mit radioaktiv markierten Schadstoffen
konnte der Abbau von Toluol und Naphthalin bestätigt werden. Die geringe
Entwicklung von 14 C-CO2 bzw. -Karbonat nach Zugabe von 14 C-Phenanthren könnte
dagegen auch auf einem Abbau von biochemisch leichter degradierbaren radioaktiven
Verunreinigungs-Substanzen beruhen. Aus diesem Grund kann bzgl. eines Abbaus für
diese Substanz keine gesicherte Aussage getroffen werden.
Der Schadstoffabbau war bei den untersuchten Probenahmestellen und je nach
vorhandenen Begleitschadstoffen verschieden. Diese Varianz lässt sich im
Wesentlichen darauf zurückführen, dass der Abbau einiger Schadstoffe gegenüber der
Degradation anderer Substanzen bevorzugt wird. Das Auftreten von bakteriellen
Präferenzen und des daraus resultierenden sequenziellen Abbaus wird auch in der
Literatur häufig beschrieben (Kuhn et al. 1988, Haag et al. 1991, Edwards et al. 1992,
Nielsen et al. 1996, Borden et al. 1997, Nales et al. 1998, Wiedemeier et al. 1998). In
den meisten Fällen kann bei Grundwasserschäden mit vergleichbarem Kontaminationsmuster
ein bevorzugter anaerober Abbau von Toluol gefunden werden (Kao und Borden
1997, Edwards et al. 1992, Suarez und Rifai 1999). Dagegen werden Benzol und
Ethylbenzol unter anaeroben Bedingungen gar nicht oder häufig erst nach größerer
Verzögerung abgebaut, wenn leichter verfügbare Kohlenstoffquellen erschöpft sind
(Haag et al. 1991, Edwards et al. 1992, Lovley et al. 1995, Krumholz et al. 1996, Nales
et al. 1998, Suarez und Rifai 1999, Meckenstock et al. 2004b, Morasch et al. 2004). Die
Xylol-Isomere gelten zwar allgemein als relativ gut mineralisierbar, allerdings ist die
Abbaubarkeit der Einzelsubstanzen häufig sehr verschieden. Während für m-Xylol
meist ein sehr starker und schneller Abbau auftritt, ist die Mineralisierung von o-Xylol
dagegen häufig verzögert oder langsam (Holm et al. 1992, Morgan 1993, Morasch et al.
2004). Für o-Xylol wird teils sogar nur ein kometabolischer Abbau durch
toluolabbauende Mikroorganismen angenommen (Krumholz et al. 1996, Kao und
Borden 1997, Michels et al. 2002, Hutchins 1991).
Im Großen und Ganzen stehen die Ergebnisse dieser Arbeit in sehr guter
Übereinstimmung mit den in der Literatur dokumentierten Abbaupräferenzen. Auch in
den Mikrokosmenversuchen des Standortes Castrop-Rauxel wurde vornehmlich ein

Diskussion 76
Toluolabbau gemessen, während Benzol beispielsweise erst dann abgebaut wurde, wenn
keine leichter abbaubaren Substanzen mehr zur Verfügung standen. Auch die schlechte
Abbaubarkeit von o-Xylol und Ethylbenzol escheint im Vergleich zu den Erfahrungen
anderer Autoren plausibel.
Unterschiede im Abbauverhalten aufgrund von Abbaupräferenzen können im Aquifer
auch in räumlicher Hinsicht auftreten, wie es beispielsweise Hunt et al. (1997) oder
auch Bjerg et al. (1999) beschreiben. So tritt in Aquifer-Bereichen nahe der
Schadstoffquelle durch die hohen Substanz-Konzentrationen und die damit verbundene
Toxizität häufig gar kein Abbau auf (Borden et al. 1997). Dagegen ist in Material aus
mittleren oder End-Fahnenbereichen in den meisten Fällen ein Abbau festzustellen. So
konnte in den Untersuchungen dieser Arbeit beispielsweise ein Benzol-Abbau erst in
Fahnenrandbereichen bei der Probenahmestelle T10 gefunden werden, während für die
bevorzugt abgebauten Schadstoffe auch bereits in quellnäheren Bereichen ein Abbau
auftrat. Ebendiesen Effekt, dass zunächst Toluol und erst im späteren Verlauf der
Fließstrecke auch Benzol abgebaut wird, beschreiben auch Schulze und Tiehm (2004).
Neben der bakteriellen Präferenz und der Substrat-Konkurrenz ist darüber hinaus die
Ausgangskonzentration der Schadstoffe ein ganz entscheidender Faktor für die
Bestimmung der Abbaureihenfolge (Kelly et al. 1996). Teilweise wurden Substanzen
nicht genutzt, die im Allgemeinen als leichter abbaubar gelten, wenn die
Ausgangskonzentrationen zu gering waren. Dieser Effekt trat beispielsweise für Toluol
bei der Probenahmestelle T10 auf und wird auch von anderen Autoren beschrieben
(Krumholz et al. 1996, Michels et al. 2002). Er ist wahrscheinlich auf eine ausbleibende
Enzyminduktion bei Unterschreiten bestimmter Grenzkonzentrationen zurückzuführen
(Alexander 1985, Michels et al. 2002).
Vergleicht man die Abbauraten mit Werten, die unter ähnlichen (anaeroben)
Bedingungen in anderen publizierten Laborversuchen ermittelt wurden (Abbildung 27),
liegen die hier bestimmten Raten in vergleichbaren Größenordnungen, allerdings meist
im unteren Bereich (Durant et al. 1995, Chapelle et al. 1996, Borden et al. 1997,
Wiedemeier et al. 1998, Suarez und Rifai 1999).

Diskussion 77
Abbaurate 1. Ordnung [Tag -1 ]
0,6
0,5
0,4
0,3
0,2
0,1
0,0
Benzol
Toluol
m-, p-Xylol
Literaturwerte:
Minimum bis Maximum
m-Xylol
Mittelwerte und Standardabweichungen
eigene Bestimmung:
Minimum bis Maximum
Mittelwert und Standardabweichung
p-Xylol
Naphthalin
verwendete Literatur:
Durant et al. 1995,
Wiedemeier et al. 1998,
Chapelle et al. 1996,
Borden et al. 1997,
Suarez und Rifai (1999)
Abbildung 27: Vergleich der Abbauraten mit Raten 1. Ordnung aus der Literatur, die ebenfalls in
Laborversuchen unter anaeroben Bedingungen (z.T. nicht näher charakterisiert,
unter Fe(III)- und/oder SO4-Reduktion) bestimmt worden sind.
Zusammenfassend lässt sich somit festhalten, dass die Tatsache, ob ein Schadstoff an
einem anoxischen Standort abgebaut wird, von den Begleitsubstanzen, den
Konzentrationsverhältnissen, dem untersuchten Fahnenbereich und hauptsächlich von
den Präferenzen der autochtonen Mikroorganismengesellschaft abhängt. Das
Abbaupotenzial ist meist durch eine sequenzielle Substratnutzung geprägt, die aber
offensichtlich nicht allgemeingültig, sondern ortsspezifisch ist (Alvarez und Vogel
1991, Borden et al. 1997, Suarez und Rifai 1999, Michels et al. 2002). Folglich muss
eine Bestimmung für jeden Standort bzw. jede Probennahmestelle individuell erfolgen.
Da der quantitative Schadstoffabbau somit stark von der Probenauswahl abhängt, sollte
man von einer Verallgemeinerung von Abbauraten für den gesamten Aquifer Abstand
nehmen.

Diskussion 78
4.1.2 Beitrag von FeIII und SO4 2- zum anaeroben Schadstoffabbau
In den Mikrokosmenversuchen zur Bestimmung des Abbaupotenzials hat sich gezeigt,
dass sowohl Fe(III) als auch Sulfat als Elektronenakzeptoren eine Rolle spielen, der
Schadstoffabbau hinsichtlich einer Bilanzierung von Elektronenakzeptor-Verbrauch und
Schadstoffabbau aber primär auf einer Sulfatreduktion beruhen muss (s. Kapitel 3.1.4).
Dieser Befund widerspricht auf den ersten Blick zunächst der Annahme, dass, bei
gleichzeitigem Vorhandensein beider Elektronenakzeptoren, bevorzugt der energetisch
günstigere Elektronenakzeptor, nämlich Fe(III), genutzt wird (Schink 2006). Darüber
hinaus wird in der Literatur häufig beschrieben, dass Fe(III)-Reduzierer sich im
Vergleich zu Sulfatreduzierern in Konkurrenz um organische Substanzen besser
durchsetzen können, indem sie ein für sie selbst günstiges Milieu etablieren und damit
einem Wechsel zur Sulfatreduktion entgegenwirken (Lovley et al. 1991, Chapelle und
Lovley 1992, Coates et al. 1996).
Eine mögliche Erklärung für diesen Widerspruch könnte sein, dass Sulfat im Vergleich
zu den Fe(III)-Spezies im untersuchten Probenmaterial besser wasserlöslich und damit
auch besser bioverfügbar war. Bei einer direkten Nutzung von Fe 3+ durch die Bakterien
sind dagegen spezielle Elektronen-Shuttle-Mechanismen, ein direkter Kontakt zwischen
dem Eisen(III)-Oxid und dem Organismus, oder spezifische Pili als Elektronenleiter
(„nanowires“) erforderlich (Lovley 1991, Lovley 2000, Schink 2006). Auch Appelo und
Postma (2005) weisen darauf hin, dass es zu einer gleichzeitigen Nutzung der beiden
Elektronenakzeptoren oder aber einer bevorzugten Sulfatreduktion kommen kann, wenn
die Bioverfügbarkeit der vorhandenen Eisen-Spezies gering ist. Da in den Versuchen
aber frisch gefällte, amorphe Eisenverbindungen eingesetzt wurden, welche allgemein
als besser bioverfügbar gelten (Lovley und Phillips 1986, Larsen und Postma 2001),
schien die vorhandene Bakterienpopulation, anders als in den Untersuchungen von
Anderson und Lovley (1999), offensichtlich nicht besonders gut an einen Stoffwechsel
mit Eisenreduktion angepasst zu sein. Möglicherweise war die Abundanz der
eisenreduzierenden Bakterien auch nicht groß genug, um sich gegen die Sulfatreduzierer
durchzusetzen, wie dies Coates et al. (1996) beschreiben.
Trotz der präferenziellen Nutzung von Sulfat spielt auch Eisen eine wichtige Rolle beim
anaeroben Schadstoffabbau. So konnte in einer Reihe von sedimenthaltigen
Mikrokosmen, insbesondere zu Beginn der Inkubation, eine deutliche Fe(II)-Zunahme
beobachtet werden (s. Abbildung 10). Zudem wurden die größten Schadstoff-
Abbauraten in den Versuchen gemessen, in denen zusätzlich zum Sulfat auch frisch
gefällte amorphe Eisenverbindungen zugegeben worden waren.
Vermutlich beruhte die beobachtete Wirkung von Eisen auf den Schadstoffabbau in den
hier durchgeführten Versuchen auf einem indirekten, abiotischen Effekt. Hinweise für
eine solche Interpretation ergeben sich auch aus der Tatsache, dass es im Verlauf
einiger Versuche (T14) nach dem Zusammenmischen von Grundwasser und Sediment
zunächst sogar zu einer Zunahme der Sulfatkonzentration gekommen ist. Ein solcher

Diskussion 79
Effekt ist höchstwahrscheinlich auf eine Sulfidoxidation zurückzuführen (Lovley 1991,
Richters et al. 2006). Da im anoxischen Milieu nur wenige Bakterien zu einer biogenen
Sulfidoxidation (Sulfurikation) befähigt sind (Hölting und Coldewey 2005), beruht die
beobachtete Sulfatbildung wahrscheinlich auf einer abiotischen Eisenreduktion. Diese
Reaktion wird durch den erneuten Kontakt der Phasen Grundwasser und Sediment
möglich, der zu einer Einstellung eines neuen Redoxgleichgewichtes und zu Reaktionen
von dreiwertigen Eisenverbindungen des Sedimentes mit den im Grundwasser
enthaltenen Sulfiden führt (Griebler und Mösslacher 2003). Der Prozess wird durch die
Gleichung 2 wiedergegeben (Lovley und Phillips 1986, Appelo und Postma 2005).
8 Fe(OH)3 + HS - + 15 H + ↔ 8 Fe2 + + SO4 2- + 20 H2O (2)
Neben dieser Möglichkeit zur Oxidation von Sulfid besteht durch das gebildete Fe 2+
zudem die Option einer FeS-Bildung. Sulfid kann folglich sowohl durch Oxidation als
auch durch Präzipitation dem System entzogen werden (Abbildung 28, Beller et al.
1992), wodurch die toxische Wirkung, die von Sulfid ausgeht, abgemildert wird.
Toluol
CO 2
HS
2
SO
4
In der Zelle ablaufender Prozess
Abiotischer Prozess
FeS/ Fe
Fe(III)
Abbildung 28: Schematische Darstellung des Toluolabbaus mit Sulfat als Elektronenakzeptor und
paralleler abiotischer Reduktion von Eisen(III), die zur Oxidation und Präzipitation
von Sulfid führt.
Eine toxische Wirkung von erhöhten Sulfidkonzentrationen äußert sich nach Morasch et
al. (1996) u.a. durch eine unregelmäßige Zellmorphologie. Der Effekt der geringeren
Toxizität bei geminderten Sulfidkonzentrationen wird in der Literatur vielfach
beschrieben und es ist anzunehmen, dass dies auch die Ursache für den verstärkten
Schadstoffabbau in den Versuchen mit Fe(III) und Sulfat als verfügbare
Elektronenakzeporen darstellt (Beller et al. 1992, Edwards et al. 1992, Coates et al.
1996, Krumholz et al. 1996, Morasch et al. 2004). Die These, dass die Reaktionen, die
zu einer Abbausteigerung führen, rein abiotisch sind, wird zusätzlich dadurch
unterstützt, dass der stimulierende Effekt sowohl bei Zugabe von Fe 2+ als auch bei
Fe(III)-Verbindungen auftritt (Beller et al. 1992, Coates et al. 1996, Morasch et al.
2004). Um den abiotischen Charakter der Eisenreduktion eindeutig zu belegen, wäre ein
Versuchsansatz mit dreiwertigem Eisen als Elektronenakzeptor und gleichzeitig
2+

Diskussion 80
gehemmter Aktivität der Eisenreduzierer erforderlich gewesen. Dies war allerdings
nicht möglich, da kein spezifischer Hemmstoff gegen Eisenreduzierer bekannt ist.
In der Konsequenz lässt sich festhalten, dass eine Zugabe von dreiwertigen
Eisenverbindungen zu einer Steigerung der Abbauprozesse beitragen kann. Dieser
Befund legt zudem die Vermutung nahe, dass die Differenzen im Abbaupotenzial bzw.
in den Abbauraten zwischen den Ansätzen mit und ohne Sediment eher auf die im
Sediment enthaltenen Eisenverbindungen als auf die im Sediment gebundenen
Bakterien zurückzuführen sind.
4.1.3 Bilanzierung der Elektronenakzeptornutzung (FeIII, SO4 2- ) in den
Mikrokosmen
Im Hinblick auf die Bilanzierung der Elektronenäquivalente der verbrauchten
Elektronenakzeptoren und der damit abgebauten Schadstoffe konnte festgestellt werden,
dass grundsätzlich eine deutlich stärkere Zehrung der Elektronenakzeptoren stattfand,
als dies für den gemessenen Schadstoffabbau nötig gewesen wäre. Es ist also davon
auszugehen, dass auch andere in den Ansätzen enthaltene und nicht analysierte
Elektronendonatoren für den Verbrauch der Elektronenakzeptoren verantwortlich zu
machen sind, wie dies auch andere Autoren als Erklärung für ihre Ergebnisse
vermuteten (Hutchins et al. 1991b, Edwards et al. 1992, Borden et al. 1997). Dieser
Effekt dürfte insbesondere in Gegenwart einer Sedimentphase eine Erklärung für den
verstärkten Elektronenakzeptorverbrauch sein, da anzunehmen ist, dass sie hohe
Gehalte an mikrobiell abbaubaren organischen Substanzen enthält (Hutchins et al.
1991a, Burland und Edwards 1999). Tatsächlich traten in den gemischten Ansätzen
auch die größten Diskrepanzen zwischen dem durch den Schadstoffabbau erklärbaren
und dem tatsächlichen Verbrauch der Elektronenakzeptoren auf. Darüber hinaus ist
damit zu rechnen, dass während der Arbeitsschritte in der Glove-Box H2 in die Ansätze
gelangt ist, welches den Mikroorganismen dann ebenfalls als Elektronendonator zur
Verfügung stand und zu einem Sulfatverbrauch geführt haben könnte (Kristjansson und
Schönheit 1983, Edwards et al. 1992).
4.1.4 Gesamtzellzahlen als Indikator biologischer Aktivität
Im Rahmen der Gegenüberstellung von Gesamtzellzahlen und Schadstoffkonzentrationen
konnten signifikant höhere Zellzahlen bei erhöhten Gehalten von
Toluol, m-, p-Xylol und Naphthalin gefunden werden, so dass anzunehmen ist, dass
diese Substanzen als Substrat genutzt werden können. Auch andere Autoren
beschreiben den Effekt, dass in kontaminiertem Gundwasser erhöhte Zellzahlen (~10 6 )
im Vergleich zu unkontaminiertem Wasser (~10 4 ) zu finden sind (Arvin et al. 1988,
Griebler et al. 2002), was ebenfalls eine Nutzung der Schadstoffe als Substrat andeutet.
Die Annahme eines Zusammenhangs zwischen Zellzahlen und Schadstoffmineralisation

Diskussion 81
steht in sehr guter Übereinstimmung zu den in dieser Arbeit beschriebenen
Mikrokosmenversuchen und Befunden von Ginn et al. (1995). Etwas eingeschränkt
wird die Aussage dadurch, dass der Stichprobenumfang der Untersuchung relativ gering
war und z.T. auch nicht alle Konzentrationsbereiche gleichmäßig abgedeckt wurden.
Auch wenn erhöhte Zellkonzentrationen nicht die gleiche Beweiskraft haben wie
Mikrokosmenversuche (Durant et al. 1995), muss herausgestellt werden, dass
Zellzahlbestimmungen wesentlich kurzfristiger und mit deutlich weniger Arbeitsaufwand
vorzunehmen sind und so, zumindest als „erster Test“, sinnvoll erscheinen
(Webster et al. 1985). Toxische Effekte von Schadstoffen (signifikant negative
Korellationen) konnten im Rahmen dieser Betrachtung nicht gefunden werden.
4.2 Schadstoffminderung durch Bildung nichtextrahierbarer
Rückstände
Die mit radioaktiv markierten Substanzen durchgeführten Mikrokosmen-Experimente
ermöglichten Aussagen darüber, inwieweit die aus Bodenuntersuchungen bekannten
Mechanismen der Schadstoff-Festlegung in der Feststoffmatrix ebenfalls zur
Abreicherung von Schadstoffen im Aquifer beitragen können.
Obwohl die Bildungsprozesse im Detail bislang nicht vollständig verstanden sind,
werden im Boden allgemein drei wesentliche Mechanismen unterschieden, die zu einer
Ausbildung von nicht-extrahierbaren Rückständen (neR) von Schadstoffen durch
Interaktion mit organischer Substanz führen können (s. auch Abbildung 29, Northcott
und Jones 2000, Eschenbach et al. 2002):
• Sorptive, nicht biologisch induzierte Prozesse
• Ausbildung von kovalenten Bindungen durch eine biologische Transformation
• Sequestrierung in hydrophobe Huminstoff-Regionen
Diese Prozesse, können sowohl nacheinander als auch gleichzeitig ablaufen. (Kästner et
al. 1999, Eschenbach et al. 2002).
Da bisher keine detaillierten Untersuchungen zur Art und Weise der Schadstoff-
Festlegung im anaeroben Aquifer-Sediment durchgeführt wurden, war nicht bekannt, ob
die Mechanismen auch in diesem Milieu gelten. Die hier durchgeführten Experimente
mit 14 C-Mikrokosmen zeigten erstmals, dass auch im anaeroben Grundwasser-Sediment
vergleichbare Prozesse zum Verschwinden von Schadstoff beitragen können.

Diskussion 82
Abbildung 29: Bildungsmechanismen, die zur Ausbildung von gebundenen Rückständen durch
Interaktion mit organischer Bodensubstanz führen (am Beispiel von Anthracen,
modifiziert nach Kästner et al. 1999). Breite Linien: Beitrag des mikrobiellen
Abbaus zur neR-Bildung, schmale Linien: Beitrag anderer Bildungsmechanismen.
Ein Mechanismus der im anaeroben Sediment zur Bildung von nicht-extrahierbaren
Schadstoff-Rückständen beitragen kann, ist die Sequestrierung. So wurde, insbesondere
im Fall von Toluol, ein signifikanter Anteil der 14 C-Substanz direkt im Anschluss an die
Zugabe zunächst nicht-extrahierbar festgelegt. Dieser Vorgang ist nicht durch
biologisch induzierte Abläufe zu erklären, sondern muss auf abiotischen Prozessen wie
einer Diffusion oder Sequestrierung beruhen. Toluol ist für diese Art der Festlegung
möglicherweise den anderen Schadstoffen gegenüber begünstigt, weil es die geringste
sterische Molekülgröße aufweist und somit besser in kleinen Huminstoffhohlräumen
(z.B. über π-Elektronenaustausch) gebunden werden kann. Darüber hinaus weist Toluol
als substituierte monoaromatische Verbindung bereits eine funktionelle Gruppe auf, die
laut Eschenbach et al. (2002) wesentlich dazu beitragen kann, als Ausgangsverbindung
direkt in der organischen Substanz festgelegt zu werden. Diese spontan gebildete neR-
Fraktion wurde allerdings im späteren Inkubationsverlauf wieder dem mikrobiellen
Abbau zugänglich. Die Tatsache, dass zunächst festgelegte Substanzen relativ
kurzfristig wieder bioverfügbar sein können, ist in der Diskussion um gebundene
Schadstoffrückstände ein gänzlich neuer Aspekt. Nach bisherigen Untersuchungen mit
PAK und Bodenmaterial war eher davon auszugehen, dass gebundene Schadstoffe erst
im Verlauf des sehr langsam fortschreitenden Humus-turnovers wieder für einen Abbau
zugänglich werden (Eschenbach et al. 1998, Mahro und Schäfer 1998, Eschenbach et
al. 2000).
Darüber hinaus war im anaeroben Sediment aber auch eine PAK-Festlegung durch
abiotische Sequestrierung zu beobachten, wie die spontane Festlegung kleiner Mengen
an Naphthalin, Phenanthren und Pyren zu Beginn der Experimente gezeigt haben.

Diskussion 83
Im Verlauf der Inkubation kam es bei diesen PAK zudem zu einer stärkeren Festlegung
von zunächst nur sorbierten (organisch-extrahierbaren) Molekülen. Diese Form der
Rückstandsbildung durch einen Übergang in festere Bindungsformen (= Schadstoffalterung)
wird in der Literatur vielfach beschrieben (Hatzinger und Alexander 1995,
Eschenbach et al. 2000, 2002).
Im Falle von Naphthalin fand die Schadstoff-Festlegung hingegen primär parallel zur
Mineralisierung statt, sodass in diesem Fall eine metabolische Aktivierung zur
Festlegung beigetragen haben könnte, wie dies in der Bodenliteratur häufig beschrieben
wird. Möglicherweise haben initiale Umsetzungsprozesse auch zur Ausbildung der neR-
Anteile von Phenanthren und Pyren im späteren Inkubationsverlauf beigetragen. Die
gebildeten Metaboliten waren ggf. so reaktiv, dass sie feste Bindungen mit der
organischen Substanz eingingen und damit eine weitere Mineralisierung bis zum CO2
verhinderten. Dies ist auch ein möglicher Grund dafür, dass für diese Substanzen keine
Mineralisierungsendprodukte nachgewiesen werden konnten.
Die Metabolisierung der betrachteten Schadstoffe kann auch zu einer vollständigen
Mineralisierung und damit zur Bildung von 14 CO2 führen, welches in aeroben Boden-
Experimenten in der Regel als 14 CO2 in der Gasphase erfasst wurde (Eschenbach et al.
2000, Kästner et al. 1995). In den hier durchgeführten Grundwasseruntersuchungen
spiegelten sich die Mineralisierungsprozesse aber verstärkt in einer Festlegung des
gebildeten CO2 als Karbonat wieder. Eine Festlegung dieses Mineralisierungs-
Endproduktes wurde im Rahmen von Boden-Untersuchungen, mit Ausnahme von
Kästner et al. (1999), nicht beschrieben. Obwohl dieser Anteil des festgelegten
Karbonates während der analytischen Erfassung in der Fraktion der nicht-extrahierbaren
Rückstände auftaucht, ist er per Definition nach Roberts et al. (1984) nicht den nichtextrahierbaren
Rückständen zuzurechnen und wurde auch in den Experimenten dieser
Arbeit als „vollständig mineralisiert“ ausgewertet.
Zusammenfassend kann festgehalten werden, dass eine Bildung nicht-extrahierbarer
Rückstände auch im anaeroben wassergesättigten Milieu von Bedeutung ist. In erster
Näherung können die aus dem Boden bekannten Mechanismen zur Bindung der
Schadstoffe an Matrixbestandteile auch als Erklärung für die Rückstandsbildung im
anaeroben Grundwassermileu herangezogen werden (Sequestrierung, Übergang in
festere Bindungsformen mit Schadstoffalterung, Festlegung von Metaboliten). Der
tatsächliche Ablauf dieser Vorgänge bzw. die Art der Bindungsmechanismen müsste
allerdings durch Untersuchungen mit stabilen Isotopen oder 13 C-NMR-Spektrometrie
verifiziert werden (Richnow et al. 1998, Eschenbach et al. 2000).
Ganz entscheidend ist zudem, dass den einzelnen Bildungsmechanismen in den
Grundwasserproben eine völlig andere Gewichtung zukam als in bisherigen
Bodenuntersuchungen. Für Untersuchungen mit Bodenmaterial wurde von vielen
Autoren ein maßgeblicher Einfluss der mikrobiellen Aktivität auf die Rückstandsbildung
gefunden, beispielsweise durch Metabolitenbildung (Eschenbach et al. 1997,

Diskussion 84
2000, Richnow et al. 1999). In den Ergebnissen der Grundwasserreaktoren waren
dagegen vornehmlich abiotische Prozesse an der Schadstoff-Festlegung beteiligt, z.B.
durch einen physikalischen Einschluss (Sequestrierung) oder eine feste Sorption. In der
Konsequenz wiesen eher die Substanzen mit dem geringsten Abbau die höchsten
Bildungsanteile nicht-extrahierbarer Rückstände auf. Ein weiterer Unterschied zwischen
Boden- und den Aquiferuntersuchungen besteht zudem darin, dass im Boden höhere
Anteile an gebunden Rückständen gefunden wurden als hier im gesättigten Milieu.
Kästner et al. (1999) beobachteten beispielsweise eine Festlegung von 45,4% des
eingesetzten 14 C-Anthracens innerhalb von 176 Tagen, während in dieser Arbeit
maximale neR-Anteile von lediglich 25% auftraten.
Für die Art der Festlegung waren die physiko-chemischen Eigenschaften der
Substanzen maßgeblich entscheidend. So konnten beispielsweise ganz andere
Festlegungsmuster für Toluol als für die untersuchten PAK-Komponenten gefunden
werden.
4.2.1 Einfluss der Zugabe organischer Substanz
Die Bildung gebundener Rückstände wird in der bodenkundlich ausgerichteten Literatur
primär als Festlegung in der organischen Matrix des Bodens interpretiert (Kästner et al.
1993, Eschenbach et al. 1998). Es war deshalb davon auszugehen, dass eine künstliche
Zugabe organischer Substanz (hier Braunkohle) auch die Schadstoff-Festlegung im
Aquifermaterial fördern würde. Die im Rahmen dieser Arbeit ermittelten Ergebnisse
sind jedoch nicht eindeutig. So zeigte sich, dass die Zugabe geringer Mengen an
Braunkohle sowohl zu einer verstärkten mikrobiellen Aktivität (Abbau) als auch zu
einer verstärkten Schadstoff-Festlegung führten, während höhere Dosen organischen
Materials v.a. Sorptionsprozesse förderten, die in Konkurrenz zum Schadstoffabbau
standen.
Die gleichzeitige Stimulation von Abbauaktivität und Festlegung ist für das Organik-
Supplement Kompost auch in der Bodenliteratur beschrieben (Mahro et al. 1994;
Kästner et al. 1995). Allerdings beimpft man bei der Zugabe von Kompost den Boden
zugleich mit hohen Mengen an Abbauorganismen, sodass die Stimulation der
Abbauaktivität in diesem Fall naheliegt. Die verstärkte Abbauaktivität nach Zugabe von
Braunkohle ist hingegen schwerer zu interpretieren. Eine Erklärung könnte sein, dass im
Falle der Zugabe von 0,3% Braunkohle durch Absenkung der bioverfügbaren
Schadstoffkonzentration die Toxizität der Schadstoffe zunächst gemindert wurde. Dies
wiederum kann sich stimulierend auf die mikrobielle Aktivität auswirken. Die mit dem
erhöhten Abbaupotenzial verbunde verstärkte Festlegung ist entweder auf eine
vermehrte Metabolitenbildung mit anschließender Bindung an die organische Substanz
(Mahro et al. 1994) oder aber auf die vergrößerte Bindungskapazität durch das
zusätzliche Angebot organischen Materials zurückzuführen (Kästner et al. 1995).

Diskussion 85
Festlegungsprozesse wie Sorption führen aber, wie von Mahro und Schäfer (1998) z.B.
für Kohle und Kokspartikel beschrieben, auch zu einer eingeschränkten
Bioverfügbarkeit und damit zu einer Einschränkung der Abbaugeschwindigkeit durch
Desorptions- und Stofftransportlimitierung. Dies könnte auch der Grund für den leicht
verminderten Abbau von 14 C-Naphthalin im Fall der 1%-Zugabe von Braunkohle
gewesen sein. Aus den Radioaktiv-Mikrokosmen ohne Braunkohle-Zugabe war zwar
abzulesen, dass die sorbierte Fraktion im späteren Inkubationsverlauf z.T. wieder
rückgelöst wird und in Mineralisationsprozesse mit einfließt, im Aquifer würde das aber
in jedem Fall eine Abbauverzögerung bewirken. So beschreiben Al-Bashir et al. (1990)
und Mihelcic und Luthy (1988b) beispielsweise, dass der Schadstoffabbau wesentlich
durch die Desorptionskinetik bestimmt und teils auch gehemmt wurde. Zudem kann
durch die sorptive Festlegung auch ein späterer Übergang in stärkere Bindungsformen
begünstigt werden, was dann definitiv zu einer eingeschränkten Mineralisierung führt.
Andererseits kann eine solche Festlegung aber auch ein alternativer Eliminierungspfad
für die Schadstoffe im Grundwasser darstellen.
Insgesamt kann man festhalten, dass die Präsenz bzw. Zugabe organischer Substanz
auch im Aquifermaterial Sorption und Festlegungsprozesse förderten und auf diesem
Wege auch den Schadstoffabbau beeinflussten. Im Rahmen der Betrachtung von NA-
Prozessen ist es folglich von sehr großer Bedeutung, auch Sorptions- und
Festlegungsprozesse zu berücksichtigen. Über die Bildung nicht-extrahierbarer
Rückstände hinaus bestimmt die ggf. verminderte Bioverfügbarkeit dabei viel
entscheidender den tatsächlichen Abbau im Gelände als die reine biochemische
Abbaubarkeit (Weissenfels et al. 1992, Mahro et al. 2001, Wammer und Peters 2005).
4.3 Bedeutung und Bilanzierung der NA-Prozesse
Die Versuche mit Beteiligung radioaktiver Substanzen zeigten deutlich, dass der Abbau
ein relevanter NA-Prozess für die Schadstoffe Toluol und Naphthalin ist, während neR-
Bildung eine Bedeutung für die Eliminierung von Naphthalin, Phenanthren und Pyren
hat. Im Falle von Phenanthren und Pyren wird die natürliche Schadstoffminderung
durch neR-Bildung und zudem durch sorptive Prozesse ergänzt. Das unterschiedliche
NA-Potenzial der verschiedenen Substanzen wird vornehmlich durch deren
Substanzeigenschaften und deren Abbaubarkeit bedingt. Die Bildung von nichtextrahierbaren
Rückständen kann v.a. für die höherkerningen PAK (z. B. Phenanthren
und Pyren) einen ganz bedeutenden Eliminierungspfad im Aquifer darstellen. Um
diesen Prozess im Grundwasser bewusst bei der Sanierung von Kontaminationen nutzen
zu können, sollte aber vorsorglich der weitere Verbleib dieser festgelegten Schadstoffe
noch detailliert untersucht werden. Bei aeroben Boden-Reaktorversuchen konnte
beispielsweise gezeigt werden, dass diese Festlegung auch unter Extrembedingungen

Diskussion 86
irreversibel ist und die Originalsubstanz nicht rückgebildet wird (Eschenbach et al.
1997, 1998, 2002). Die Festlegung im Boden stellte somit eine endgültige Senke dar.
Dies ist auch für das anaerobe Grundwassermilieu plausibel, ein endgültiger Nachweis
des langfristigen Schadstoffverbleibs steht allerdings noch aus.
4.4 ENA-Potenzial
Im Falle einer Sanierung des Standortes Castrop-Rauxel über Natural Attenuation, stellt
sich die Frage, ob Maßnahmen ergriffen werden könnten, um die biologischen
Abbauprozesse zu steigern und damit die Sanierung zu beschleunigen. In der Praxis
wird das Einleiten von Sauerstoff in den Aquifer oder die Zugabe von Nitrat,
Nährstoffen, „oxygen releasing compounds“, H2O2 oder Perchlorat häufig zur
Verbesserung des biologischen Abbaus eingesetzt (Fiorenza und Ward 1997, Coates et
al. 1998). Um herauszufinden, ob derartige ENA-Maßnahmen im Fall des untersuchten
Standortes zielführend wären, wurden Mikrokosmenansätze mit Nährstoffzugaben bzw.
mit Nitrat oder Sauerstoff als Elektronenakzeptor durchgeführt.
4.4.1 Wirkung der Zugabe von Sauerstoff auf den Schadstoffabbau
Erwartungsgemäß konnte im Rahmen der hier durchgeführten ENA-Versuche
festgestellt werden, dass eine Sauerstoffzufuhr zur stärksten Abbausteigerung führte
(Abbildung 30).
aerob anaerob
Benzol [mg/l]
Benzol [mg/l]
20
15
10
5
0
20
0 100 200 300 400 500
15
10
5
0
Benzolabbau
Abbauraten Benzol:
anaerob:
+ NO 3 :
+ O 2 :
-
0,0024
0,2896
0 100 200 300 400 500
Inkubationszeit [Tage]
Toluol [mg/l]
Toluol [mg/l]
20
15
10
5
0
Toluolabbau
20
0 100 200 300 400 500
0
0 100 200 300 400 500
Abbauaktive Ansätze Vergiftete Kontrollen Ansätze mit Nitratzugabe
15
10
5
Abbauraten Toluol:
anaerob:
+ NO 3 :
+ O 2 :
0,0028
0,0054
0,187
Inkubationszeit [Tage]
Abbildung 30: Vergleich des anaeroben und des aeroben Benzol- und Toluolabbaus der
Probenahmestelle T14.

Diskussion 87
Im Vergleich der ermittelten aeroben Abbauraten (Abbildung 31) mit den
Untersuchungen anderer Autoren zeigte sich, dass der aerobe Abbau von Benzol, Toluol
und Naphthalin zwar etwas geringer ausfiel, die Differenzen der Mittelwerte aber nicht
so sehr ins Gewicht fielen (Durant et al. 1995, Chapelle et al. 1996, Borden et al. 1997,
Wiedemeier et al. 1998, Suarez und Rifai 1999). Dagegen war der Abbau von m-, p-
Xylol und von o-Xylol in den hier durchgeführten Experimenten deutlich geringer als
der in der Literatur beschriebene.
Abbaurate 1. Ordnung [Tag -1 ]
2,6
2,4
2,2
2,0
1,8
1,6
1,4
1,2
1,0
0,8
0,6
0,4
0,2
0,0
Benzol
Toluol
m-, p-Xylol
m-Xylol
Literaturwerte:
Minimum bis Maximum
Mittelwert und Standardabweichung
eigene Bestimmung:
Minimum bis Maximum
Mittelwert und Standardabweichung
p-Xylol
o-Xylol
Naphthalin
verwendete Literatur:
Durant et al. 1995,
Nielsen et al. 1996,
Suarez und Rifai (1999)
Abbildung 31: Vergleich der aeroben Abbauraten mit Raten 1. Ordnung aus der Literatur.
Möglicherweise beruhen die im Vergleich niedrigeren aeroben Abbauraten dieser
Arbeit darauf, dass es bei der Durchführung aufgrund des deutlichen Headspace-
Volumens zu erheblichen Verflüchtigungsverlusten gekommmen ist. Andererseits ist es
auch möglich, dass die Bakterien der Aquiferproben eine längere Adaptionszeit benötigt
hätten, um sich an einen Abbau unter aeroben Bedingungen zu gewöhnen, da diese
Bedingungen nicht den Standortbedingungen der untersuchten Proben entsprachen. In
der Vergleichsliteratur fehlten zu diesem Aspekt meist genaue Angaben.

Diskussion 88
4.4.2 Wirkung der Zugabe von Nitrat auf den Schadstoffabbau
Nitrat wird im Rahmen von ENA-Maßahmen verbreitet eingesetzt, da es günstig und im
Vergleich zu Sauerstoff wesentlich besser wasserlöslich ist, so dass es problemlos
zudosiert werden kann. Zudem geht von Nitrat keine toxische Wirkung aus, wie dies
beispielsweise für H2O2 bekannt ist, was zusammen mit seiner hohen Reaktivität mit
anorganischen Substanzen (z.B. dreiwertigen Eisenverbindungen) einen deutlichen
Nachteil für dessen Anwendung in ENA-Maßnahmen darstellt (Gersberg et al. 1995,
Hutchins et al. 1991a,b, Morgan 1993, Kao und Borden 1997, Richters et al. 2006).
Darüber hinaus stellen Mihelcic und Luthy (1988a) fest, dass bei neutralem pH-Wert
ein Schadstoffabbau mit Nitrat als Elektronenakzeptor energetisch nur geringfügig
ungünstiger ist als mit Sauerstoff.
Im Rahmen der nitratreduzierenden ENA-Versuche sind in dieser Arbeit Abbauraten
von 0,0030 Tag -1 für Benzol, 0,0013 Tag -1 für Toluol und 0,0095 Tag -1 für Ethylbenzol
bestimmt worden. Korrigiert man die von Hutchins et al. (1991a) publizierten
Abbauraten 1. Ordnung mit Nitrat um die Verluste der abiotischen Kontrollen, erhält
man Netto-Abbauraten von 0,035246 Tag -1 für Toluol und von 0,00016 Tag -1 für
Ethylbenzol, während Benzol gar nicht abgebaut wurde. Der hier gemessene
Toluolabbau war im Vergleich zu den Werten von Hutchins et al. (1991a) somit leicht
geringer, während der Abbau von Benzol und Ethylbenzol deutlich stärker war.
Die Zugabe von Nitrat würde folglich für den Standort Castrop-Rauxel eine sinnvolle
ENA-Maßnahme darstellen, insbesondere für die Schadstoffe Benzol und Naphthalin,
nicht aber für m-, p-Xylol. Da am Standort aber allgemein ein relativ gutes
Abbaupotenzial für Toluol, Naphthalin und m-, p -Xylol gefunden werden konnte (vgl.
Kapitel 3.1), ist v.a. ein verstärkter Abbau von Benzol durch die Zugabe von Nitrat
interessant. Der Abbau von Benzol unter Bedingungen der Nitratreduktion wurde auch
von anderen Autoren beschrieben (z.B. Burland und Edwards 1999), z.T. aber auch sehr
unterschiedlich bewertet (Hutchins et al. 1991a, Lovley 1997, Althoff 2002). Häufig
wurde auch eine Persistenz mit Nitrat als Elektronenakzeptor beschrieben (Barbaro et
al. 1992, Flyvbjerg et al. 1993, Kao und Borden 1997). Hieraus wird deutlich, dass auch
die Wirksamkeit von ENA-Maßnahmen sehr standortabhängig sein kann und unbedingt
individuell bestimmt werden sollte.
Bei der Zugabe von Nitrat sollte zudem bedacht werden, dass Nitrat im Aquifer auch zu
einer Oxidation reduzierter Grundwasserkomponenten führt (Appelo und Postma 2005).
Dieser Effekt wurde beispielsweise von Richters et al. (2006) für die Sanierung eines
ehemaligen Gaswerkgeländes beschrieben. Burland und Edwards (1999) wiesen auch in
Mikrokosmenversuchen eine Oxidation von FeS durch Nitratzugabe mit daraus
resultierender Bildung von Fe(III)-Verbindungen und Sulfat nach. Möglicherweise hat
aber auch genau dieser Effekt in den Mikrokosmen mit Nitrat zu einer Verstärkung des

Diskussion 89
Schadstoffabbaus geführt. In vorangegangen Erläuterungen (Kapitel 4.1.2) wurde
bereits deutlich, dass eine Verringerung der Sulfid-Konzentration zu einer
Abbausteigerung führte. Somit hat die Nitratzugabe ggf. auch über eine Sulfidoxidation
zur Abbausteigerung geführt und gar nicht über dessen direkte Nutzung als
Elektronenakzeptor. Gegen diese These spricht allerdings, dass bei Zugabe von
dreiwertigem Eisen und von Nitrat nicht dieselben Schadstoffe verstärkt abgebaut
wurden, was in dem Fall, dass beide Zugaben letztendlich nur zu einer verminderten
Sulfidtoxizität führten, gegeben sein müsste.
Im Vergleich zu den meisten Vergleichsuntersuchungen, wo Nitrat als
Elektronenakzeptor in Laborversuchen zugegeben wurde (Bradley et al. 2001, Hutchins
et al. 1991a,b Mormile et al. 1994, McNally et al. 1998, Rockne und Strand 1998,
Ramsay et al. 2003), war die in dieser Arbeit eingesetzte Konzentration von 10 mM
(620 mg/l, NO3 - , 140 mg/l NO3-N) deutlich höher. Hutchins (1991) beschreibt
allerdings hemmende Effekte von Nitrat erst ab Konzentrationen von 500 mg/l NO3-N.
Eine weitere Verbesserung des Schadstoffabbaus durch eine differenzierte Anpassung
der Nitratkonzentrationen ist deshalb wahrscheinlich nicht zu erwarten.
4.4.3 Wirkung der Zugabe von Eisen auf den Schadstoffabbau
Die zusätzliche Zugabe von dreiwertigem Eisen stellte für das untersuchte
Aquifermaterial, neben einer Sauerstoffzufuhr, die beste Option dar, den Abbau von
Toluol zu steigern. Ein Literaturvergleich der Abbauraten, die unter Beteiligung von
Eisenreduktion ermittelt wurden, war nicht möglich, da passendende Vergleichsstudien
fehlten.
Die Applikation von dreiwertigen Eisenverbindungen als ENA-Maßnahme wäre
insofern praktikabel, als die Zugabe des unlöslichen Fe(III) einfach und v.a. sehr gezielt
am vorgesehenen Wirkungsort vorgenommen werden könnte (Coates et al. 1996). Im
Falle einer Zugabe von dreiwertigem Eisen in den Aquifer sollte aber berücksichtigt
werden, dass die nachfolgend zu erwartende Produktion von Fe 2+ schnell zu einem
Verschluss der Grundwasserbrunnen und der Poren im Aquifer führen kann, falls das
eisenhaltige Grundwasser in Kontakt zu Luft oder sauerstoffhaltigem Wasser kommt
und oxidierte Eisenverbindungen ausfallen sollten (Lovley 2000).
4.4.4 Wirkung der Zugabe von Nährstoffen auf den Schadstoffabbau
Die Zugabe von Nährstoffen hatte, wie in Kapitel 3.5.2 beschrieben, keinen positiven
Effekt auf die Abbaugeschwindigkeit. Diese Feststellung überrascht zwar zunächst, der
Effekt, dass eine Nährstoffapplikation nicht zwangsläufig zu einer Abbaustimulation
führt, wurde aber auch von anderen Autoren beobachtet (Heitkamp und Cerniglia 1989,
Morgan 1993, Nales et al. 1998). Im Vergleich zu den Untersuchungen von Hutchins et

Diskussion 90
al. (1991a) lagen die hier eingesetzten Nährstoffkonzentrationen zwar in relativ
ähnlichen Größenordnungen, trotzdem wäre es auch möglich, dass die Dosierung das
Ergebnis wesentlich beeinflusst hat und dass bei anderen Nährstoffkonzentrationen
möglicherweise doch eine Abbausteigerung erzielt werden könnte. Hutchins (1991)
beschreibt zudem, dass die opimalen Nährstoffkonzentrationen sich sogar in Bezug auf
die unterschiedlichen Kohlenwasserstoffe unterscheiden. Tendenziell war in diesen
Untersuchungen der Abbau der meisten Schadstoffe in Anwesenheit von Phosphat aber
in Abwesenheit von Ammonium am höchsten. Um eine Nährstoffzugabe also endgültig
als ENA-Variante auszuschließen, sollte sie zunächst noch detaillierter untersucht
werden. Nach Hunt et al. (1997) kann die Zugabe von Nährstoffen aber auch zu einer
Ausbildung von Dominanz-Strukturen führen, während Arten, die an natürliche
Bedingungen und insbesondere an den Schadstoffabbau angepasst sind, unter der
veränderten Nährstoffsituation ggf. nicht mehr konkurrenzfähig sind. Möglicherweise
hat ein solcher Effekt zu dem leicht verminderten Schadstoffabbau in den
nährstoffdotierten Mikrokosmen geführt.
4.4.5 Zusammenfassende Bewertung der möglichen ENA-Maßnahmen
Es lässt sich festhalten, dass eine Zugabe von Elektronenakzeptoren mit einem höheren
Standardpotenzial als dem im Aquifer verfügbaren Sulfat zu einer Steigerung des
Schadstoffabbaus führen könnte. Da in diesem Falle aber immer damit zu rechnen ist,
dass die Zugabe zunächst vornehmlich zu einer Aufoxidation reduzierter Verbindungen
und gar nicht zu einer direkten Nutzung führt, ist die Verhältnismäßigkeit eines
Einsatzes vorher meist schwer abschätzbar. Richter et al. (2006) kamen in ihrem Fall
beispielsweise zu dem Schluss, dass eine Nitratzugabe als ENA-Maßnahme, u.a.
aufgrund der oben aufgeführten Problematik, als nicht zielführend anzusehen war. In
jedem Fall sollte eine standortspezifische Untersuchung dem Einsatz einer ENA-
Maßnahme vorausgehen (Hutchins 1991).
4.5 Methodische Aspekte bei der Durchführung von
Mikrokosmenverschen
4.5.1 Auswahl der Probenahmestellen im Gelände
Bei der Bestimmung des Abbaupotenzials am Standort Castrop-Rauxel zeigte sich, dass
der Schadstoffabbau je nach untersuchter Probenahmestelle sehr unterschiedlich ausfiel.
Für eine realitätsnahe Gesamteinschätzung des Abbaupotenzials ist es folglich sehr
wichtig, dass durch die Probenauswahl im Gelände die Variabilität des Aquifers
bestmöglich widergespiegelt wird.

Diskussion 91
Herd
Sauerstoff > 0,5 mg/l Nitrat > 1 mg/l
2+
Fe > 1 mg/l Sulfid > 0,1 mg/l
Methan > 0,1 mg/l Entnahmestelle
Abbildung 32: Auswahl der Probenahemstellen im Gelände (Kreise) auf Basis von
Vorkenntnissen über Redox- und Kontaminationszonen (verändert nach Schulze
und Tiehm 2003).
Um dies zu gewährleisten, ist es von enormer Bedeutung die Entnahmestellen
entsprechend von Vorkenntnissen über die Redox- und Kontaminationszonen
festzulegen (Abbildung 32).
4.5.2 Material
Im Vergleich der Mikrokosmenversuche mit und ohne Sediment (Kapitel 3.1 bzw.
3.6.1) wurde deutlich, dass die Anwesenheit von Sedimentmaterial den Schadstoff-
Abbau erheblich beeinflussen kann. Dies äußerte sich sowohl in einem verstärkten
Schadstoffabbau als auch in der Tatsache, dass bei Anwesenheit von Sediment auch ein
breiteres Substratspektrum abgebaut wurde. Einen vergleichbaren Effekt einer
Sedimentzugabe beschreiben auch Holm et al. (1992), während in anderen
Untersuchungen dagegen keine deutlichen Unterschiede im Abbauverhalten gefunden
werden konnten (Aamand et al. 1989, Arvin et al. 1988). Als Grund für eine mögliche
Abbausteigerung durch das Sediment wird von Alfreider et al. (1997) die zusätzliche
Aktivität der am Sediment gebundenen Bakterien angegeben. Arvin et al. (1988)
beobachteten hingegen für die freilebenden Bakterien eine höhere Aktivität und
Abbaukapazität.
Die Sedimentphase hat aber nicht nur eine erhebliche Bedeutung als Träger mikrobieller
Besiedlung, sondern v.a. auch in Bezug auf die ablaufenden Redoxprozesse, die
Nutzung von Elektronenakzeptoren oder möglicherweise enthaltene Co-Substrate oder
konkurrierende Elektronendonatoren. So wirkte sich die Anwesenheit von Sediment
auch stark auf die Nutzung und Konzentrationsentwicklung der beteiligten
Elektronenakzeptoren aus. Dieser Effekt ist hauptsächlich auf die Anwesenheit von
dreiwertigen Eisenverbindungen im Sediment und dem damit verbundenen zusätzlichen
Elektronenakzeptorpool zurückzuführen. Das Vorhandensein von redoxwirksamen
Substanzen im Sediment ist letztlich auch die Erklärung für die Redoxpotenzial-

Diskussion 92
unterschiede in den Ansätzen mit und ohne Sediment. Neben den Elektronenakzeptoren
kann das Sediment aber auch organische Substanzen enthalten, die ggf. zu einer
verstärkten Zehrung der Elektronenakzeptoren beitragen können.
Da das Sediment einen erheblichen Einfluss auf die in den Mikrokosmen gewonnenen
Ergebnisse haben kann, sollte zur realistischeren Einschätzung des mikrobiellen
Abbaupotenzials und aller Redoxprozesse in solchen Versuchen immer eine
Sedimentbeteiligung erfolgen. Laut Holm et al. 1992 würde sonst eine Unterschätzung
des Schadstoffabbaus stattfinden. Allerdings ist bei Mikrokosmenversuchen mit
Sediment auch zu berücksichtigen, dass die ablaufenden Prozesse stets wesentlich
komplexer sind und beispielsweise sorptive Effekte den Schadstoffabbau überlagern
können. Die Sedimentphase muss daher im Rahmen der Analytik immer mituntersucht
werden, was neben dem erhöhten Arbeitsaufwand auch eine differenzierte Auswertung
der Ergebnisse erfordert. Allerdings ist es aufgrund sehr starker Inhomogenitäten ein
generelles Problem der Analyse von Sedimentextrakten, dass häufig hohe
Messwertschwankungen auftreten und somit ein möglicher Schadstoffabbau nur schwer
davon zu unterscheiden ist. Extrakte der Sedimentphase sind somit meist nur ein sehr
unsensibler Indikator für Abbauprozesse. Falls aufgrund der eingeschränkten
Aussagekraft, des vermehrten Arbeitsaufwandes bzw. den z.T. komplexen Interaktionen
zwischen Sediment- und Wasserphase auf eine Sedimentbeteiligung verzichtet werden
soll, so ist vorher die Bedeutung von sedimentgebundenen redoxaktiven Verbindungen
genau abzuklären und die Bedingungen ggf. durch andere Zugaben zu implementieren.
Sollte sich beispielsweise herausstellen, dass das Sediment hohe Konzentrationen an
Fe(III) enthält, so müssten diese gezielt den Mikrokosmenansätzen zugegeben werden.
Dies ist insbesondere deshalb von Bedeutung, weil dreiwertige Eisenverbindungen, wie
zuvor dargestellt, nicht nur direkt als Elektronenakzeptoren fungieren können, sondern
auch indirekt als Sulfid-Fänger und damit als Toxizitäts-Puffer. Der Vorteil von
Grundwasser-Mikrokosmen ist, dass die Reaktionen hier weniger komplex sind, der
Analysenaufwand meist geringer ist und zudem das Abbaupotenzial annähernd in
gleichem Maße erfasst werden konnte.
4.5.3 Probenahmestrategie
Im Hinblick auf die Probenahmestrategie zeigte sich, dass Mikrokosmen mit
Mehrfachbeprobung die günstigste Durchführungsvariante darstellte, da hier meist ein
größeres Abbaupotenzial gefunden werden konnte. Darüber hinaus stellte sich heraus,
dass die mehrfachbeprobten Ansätze aufgrund einer flexibleren Handhabung der
Analysenparameter besser den jeweiligen Fragestellungen anzupassen sind. Nach
Wiedemeier et al. (1998) sind dagegen einfach beprobte Mikrokosmen mehrfach
beprobten vorzuziehen.

Diskussion 93
4.5.4 Reproduzierbarkeit
Aus dem Vergleich der verschiedenen Ansätze zur Bestimmung des Abbaupotenzials
war festzustellen, dass trotz der z.T. erheblichen Unterschiede in der
Versuchsanordnung häufig relativ große Parallelen gefunden werden konnten. Dies
äußerte sich darin, welche Schadstoffe abgebaut und welche Elektronenakzeptoren für
diese Abbauprozesse genutzt werden. Nur in den Fällen, wo die Versuchsbedingungen
maßgeblich die Prozesse beeinflusst haben, z.B. durch das Vorhandensein einer
Sedimentphase, unterschieden sich die Aussagen der verschiedenen Ansätze. Eine
ähnliche Prozessübereinstimmung konnte darüber hinaus auch an den Versuchen
abgelesen werden, die wiederholt zum Prozessverständnis von Eisen- und
Sulfatreduktion erfolgten (Abbildung 24). Von anderen Autoren dagegen wurden
aufgrund des inhomogenen Materials z.T. erhebliche Varianzen zwischen den Ansätzen
gefunden (Borden et al. 1997, Hunt et al. 1997). Pritchard und Bourquin (1984)
sprechen davon, dass die Streuung zwischen Mikrokosmen-Laborwiederholungen 10-
30% betragen kann.
In Anbetracht der Tatsache, dass die Ausgangsbedingungen dieser Versuche z.T.
deutlich verschieden waren (unterschiedlich lang gelagertes Grundwasser, mit oder
ohne Sediment), kann die Wiederholbarkeit der Versuche und die Sicherheit der
Aussagen, trotz der vergleichsweise geringen Anzahl an Wiederholungen, als relativ
hoch eingeschätzt werden. Mikrokosmenversuche können hiernach reproduzierbar und
damit auch belastbar durchgeführt werden.
4.5.5 Herstellung vergifteter Kontrollansätze
Ein weiterer Durchführungs-Aspekt der näher betrachtet wurde, war die Methodik zur
Erstellung abiotischer Kontrollen. Im Rahmen dieser Arbeit erfolgte fast durchgehend
eine Vergiftung mit Natriumazid, obwohl dessen Wirksamkeit im anaeroben Milieu
sehr umstritten ist und von einem Einsatz unter diesen Bedingungen häufig abgeraten
wird (Wilson und Wilson 1997, Wiedemeier et al. 1998). Trotzdem wird dieses Biozid
im Rahmen von Mikrokosmenversuchen aber verbreitet zur Unterdrückung anaerober
Prozesse eingesetzt (u.a. Hutchins 1997, McNally et al. 1998, Harrison et al. 2001,
Mundt et al. 2003, Tiehm und Schulze 2003) und in keinem Fall war eine
Einschränkung der Wirksamkeit ersichtlich. In neueren Untersuchungen geht man
deshalb davon aus, dass Azidkonzentrationen >0,1% zu einer bakteriostatischen
Wirkung auf aerobe und anaerobe Bakterien führen (Forget und Fredette 1962). In den
meisten Fällen, wo anaerobe Prozesse unterdrückt werden sollten und auch in den
Untersuchungen dieser Arbeit wurden Konzentrationen von 1 – 2 g/l (0,1 - 0,2% w/v),
von Mundt et al. (2003) sogar 20 g/l (2% w/v) eingesetzt. Goel et al. (2003) berichten
über Einsatzkonzentrationen zwischen 200 mg/l (0,02% w/v) und 1 g/l (0,1% w/v).
Im Rahmen dieser Arbeit konnten ebenfalls keine Hinweise gefunden werden, dass
Natriumazid im anaeroben Milieu möglicherweise nicht wirksam ist. Die

Diskussion 94
Azidkonzentration war zudem während der Inkubationszeit (Abbildung 25, Kapitel
3.6.2) relativ konstant, sodass man nicht von einem Verlust der Wirksamkeit im Verlauf
von Langzeit-Inkubationen ausgehen muss. Die Verlustraten der abiotischen Kontrollen
sind mit hoher Wahrscheinlichkeit auf Verflüchtigungsverluste, insbesondere bei BTX
und Naphthalin, oder auf eine Sorption am Gefäß zurückzuführen. Bei der Verwendung
von Azid sollte allerdings berücksichtigt werden, dass dessen Zugabe zu einem leichten
pH-Wert-Anstieg führt (Wolf et al. 1989) und dass es zu Interferenzen mit Naphthalin
in Gegenwart von erhöhten Chlorgehalten kommen kann (Goel et al. 2003).
In der Versuchsreihe, die speziell zur Wirksamkeit und Eignung von Azid und
Glutaraldehyd durchgeführt worden ist (s. Kap.3.6.2), konnte die biozide Wirkung im
anaeroben Milieu zwar nicht verifiziert werden, allerdings konnte diese auch nicht
ausgeschlossen werden, da in den potenziell aktiven Ansätzen ebenfalls kein Abbau
festzustellen war. Für dieses Ergebnis war möglichweise die zweimonatige Lagerzeit
oder die darauffolgende Toluol-Zudotierung verantwortlich (vgl. Zudotierung bei
Versuchen zu kometabolischen Effekten, Kapitel 3.4.3).
Alternativ wurde im Rahmen der Arbeit auch ein Einsatz von Glutaraldehyd als
Vergiftungssubstanz getestet, dessen Wirksamkeit auch im anaeroben Bereich gesichert
ist (Marrs und Ballantyne 2004). In Mikrokosmenversuchen wurde bislang
hauptsächlich das ähnlich wirkende Formaldehyd zur Unterdrückung mikrobieller
Prozesse getestet (Nielsen et al. 1996, Borden et al. 1997). Die Nutzung von
Glutaraldehyd zu diesem Zweck ist dagegen bislang nicht üblich. Nach Zugabe von
Glutaraldehyd konnte keine Wechselwirkung mit den untersuchten Schadstoffen
gefunden werden, so dass, nach weitergehenden Untersuchungen, auch diese
Vergiftungssubstanz für Mikrokosmenversuche zukünftig in Erwägung gezogen werden
könnte. Für den spezifischen Hemmstoff Molybdat, der in der Arbeit begleitend zu Azid
eingesetzt wurde, zeichnete sich eine Konzentrationsabnahme während der
Inkubationszeit ab, weil dieser möglicherweise einem biologischen Abbau unterliegt.
Für längere Versuchzeiträume ist Molybdat zur Hemmung sulfatreduzierender Prozesse
folglich nicht geeignet oder es muss regelmäßig nachdotiert werden.
In Anbetracht der Tatsache, dass Hickmann und Novak (1989) für die Sterilisierung von
Boden keine Technik finden konnten, die zu einer vollständigen Unterdrückung der
Aktivität führt, gilt es jeweils die Methode auszuwählen, die für die entsprechende
Untersuchung am günstigsten ist und weder die Analyten noch die Analysenmethoden
beeinträchtigt. Bei einer Untersuchung von BTEX und PAK-Komponenten würde
Autoklavieren beispielsweise zu einem Verlust der Schadstoffe und darüber hinaus zu
einer erheblichen Beeinflussung der Sedimentmatrix führen (Wolf et al. 1989). Für eine
Vergiftung mit Quecksilber-Chlorid wird, insbesondere durch Komplexbildung mit

Diskussion 95
Tonmineralen, häufig ein Verlust der Wirksamkeit im Rahmen von Langzeitinkubationen
beschrieben (Wilson und Wilson 1997, Wiedemeier et al. 1998, Wilson
Durant et al. 1999). Zudem treten Wechselwirkungen mit heterozyklischen
Verbindungen auf (Berghoff et al. 2007). Azid zeichnet sich dagegen durch geringe
Wechselwirkungen mit aromatischen Kohlenwasserstoffen aus (Berghoff et al. 2007).
4.5.6 Verflüchtigung
In der Versuchsreihe mit variablen Headspace-Volumina, die speziell zum Aspekt der
Verflüchtigung durchgeführt wurde, aber auch in allen anderen Mikrokosmenversuchen
traten erhebliche Schadstoffverluste durch Verflüchtigung auf. Über das Auftreten von
Verflüchtigungen berichten auch andere Autoren (Evans et al. 1991, Atlas und Bartha
1992, Morgan 1993, Sharak Genther et al. 1997, Zhang und Young 1997), wobei die
Größenordnungen der Verluste durchaus vergleichbar waren. Sharak Genther et al.
(1997) konnten beispielsweise Naphthalin-Verluste von 40% innerhalb von 16 Wochen
(112 Tage) feststellen, während in abiotischen Kontrollen bei Zhang und Young (1997)
ein Verflüchtigungsverlust von fast 50% in 150 Tagen bzw. von 20% in 20 Tagen
auftrat. Für die BTEX-Komponenten stellten Evans et al. (1991) Verluste von ca. 50%
innerhalb von 120 Inkubationstagen fest. In diesen Literaturangaben spielten
insbesondere Verflüchtigungsverluste von Benzol und Naphthalin eine Rolle (Morgan
1993, Sharak Genther et al. 1997, Zhang und Young 1997). Ginn et al. (1995)
untersuchten dagegen die Verflüchtigung von 14 C-Phenanthren und fanden sogar noch
stärkere Verluste, nämlich von über 50% in 63 Tagen bei 30°C, was aufgrund der
physiko-chemischen Eigenschaften von Phenanthren etwas verwundert.
Da eine Verflüchtigung aber teils auch als Konkurrenzprozess zum biologischen Abbau
aufzufassen ist (Atlas und Bartha 1992), sollte sie in Mikrokosmen bestmöglich
vermieden werden (Wiedemeier et al. 1998, Ginn et al. 1995). Zudem betonen Bjerg et
al. (1999), dass ein sich durch Probenahmen vergrößerndes Headspace v.a. die
Interpretation von geringen Konzentrationsunterschieden flüchtiger Substanzen
erschwert. Auch gemäß den Ergebnissen der hierzu durchgeführten Versuchsreihe
(Kapitel 3.6.3) ist für künftige Untersuchungen anzuraten, jede mögliche Entwicklung
einer Headspace-Phase strikt zu vermeiden, zumindest wenn Schadstoffe mit einem
ähnlichen Flüchtigkeitsverhalten betrachtet werden wie die hier untersuchten PAK und
BTEX (s. Henry-Konstante und Dampfdruck, Tabelle 13). Dabei konnten sehr gute
Erfahrungen damit gemacht werden, entnommene Probenvolumina durch Glasperlen zu
ersetzen. Eine vergleichbare Methode wurde auch von Hutchins et al. (1991a) durch die
Kompensation mit 2 cm³ Pyrex-Glas-Stäben angewandt. Alternativ wird häufig ein
Auffüllen mit Standortwasser vorgenommen, was aber zu einer erschwerten
Interpretation der Ergebnisse führt, da einerseits Schadstoffe aufgefüllt oder
akkumuliert werden oder ganz andere Faktoren die Prozesse der geschlossenen Systeme
stören.

Diskussion 96
4.5.7 Zugabe von Schadstoffen
Im Rahmen der Untersuchung kometabolischer Effekte (3.4.3), aber auch bei der
Untersuchung verschiedener Vergiftungssubstanzen, erfolgte eine Zugabe der z.T.
schwer wasserlöslichen Schadstoffe über methanolische Stammlösungen, wie es auch
von anderen Autoren vorgenommen wurde (Evans et al. 1991, Ramsay et al. 2003).
Dies hatte zur Folge, dass wahrscheinlich zunächst ausschließlich diese Trägersubstanz
abgebaut wurde. Daher verzögerte sich der Abbau der eigentlich untersuchten Stoffe
und war im betrachteten Inkubationszeitraum nicht mehr nachweisbar. Ein
vergleichbarer Effekt wurde von Barker et al. (1992) und von Corseuil et al. (1998) für
Ethanol beschrieben. Edwards et al. (1992) berichten darüber, dass in Gegenwart von
leichter verfügbaren Substraten der Abbau von Toluol und Xylol komplett stoppte, bis
dieses Substrat verbraucht war. Aus den Ergebnissen dieser Versuchsreihe kann man
folglich schließen, dass Methanol als Lösemittel für die Zugabe von Schadstoffen nicht
optimal ist und für entsprechende Fragestellungen zukünftig andere Möglichkeiten für
die Schadstoffzugabe eingesetzt werden sollten. Alternativ hat sich beispielsweise die
Verwendung von Dimethylsulfoxid (DMSO) bewährt, wobei allerdings beachtet werden
muss, dass DMSO selbst als Elektronenakzeptor dient und folglich nicht bei allen
Redoxbedingungen eingesetzt werden kann. Eine weitere Möglichkeit der Zugabe von
Schadstoffen zur substanzspezifischen Untersuchung des Abbaupotenzials bzw. zu
kometabolischen Effekten ist die Nutzung von flüssigen (Heptamethylnonan) oder
festen Trägerphasen wie z.B. Amberlit-XAD-7 (Fluka, Buchs, Schweisz) (Meckenstock
et al. 2000, Morasch et al. 2001, 2004). Der Schadstoff wird in bzw. auf diese Phase
geladen und während der Inkubationszeit sukzessiv wieder freigesetzt. Auf diese Weise
kann gewährleistet werden, dass langfristig und kontinuierlich ein Substratpool zur
Verfügung steht und gleichzeitig keine toxischen Konzentrationen erreicht werden.
4.5.8 Wiederfindung und versuchstechnische Aspekte der 14 C-
Mikrokosmen
In den Radioaktiv-Mikrokosmen waren die Wiederfindungen der eingesetzten
Radioaktivitäten generell eher gering. Im Falle von Napthalin und insbesondere von
Toluol wird ein Teil der Bilanzlücke auf Verflüchtigungsverluste zurückzuführen sein
(vgl. Kapitel 4.5.6). Im Hinblick auf die Substanzen Phenanthren und Pyren fällt diese
Erklärungsmöglichkeit jedoch aus. Mit Sicherheit bereitet der hohe Wasseranteil
Probleme, die anfangs eingesetzten Radioaktivitäten nach entsprechender
Inkubationszeit wieder detektieren zu können. So führte auch die Trennung der
Reaktorlösung vom Reaktorsediment während des Gesamtaufschlusses der
Mikrokosmen stets zu Verlusten, was auch durch Anwendung unterschiedlicher
Methoden nicht umgangen werden konnte.
Ein generelles Problem lag zudem darin, dass die Anteile der nicht-extrahierbaren
Rückstände sehr hohe Messwertschwankungen aufwiesen, was in der Konsequenz keine

Diskussion 97
so gesicherten Aussagen zuließ, wie dies sonst aus Versuchen mit Radiochemikalien
bekannt ist. Die deutlichen Messwertschwankungen sind zum einen auf
Sedimentinhomogenitäten und eine nicht ausreichende Homogenisierung
zurückzuführen. Andererseits stellt die Untersuchung sehr feuchten Materials immer
auch hohe Anforderungen an die Umgangstechniken und die angewandten
Analysenverfahren (Brinkmann et al. 1997). Bei zukünftigen Untersuchungen sollte
deshalb weiter an einer Methodenanpassung an wassergesättigte Bedingungen
gearbeitet werden, denn bei Untersuchungen mit Bodenbeteiligung und aeroben
Bedingungen wurden i.d.R. hohe Wiederfindungen und Ergebnisse mit geringen
Messwertschwankungen erzielt.
Aus methodischer Sicht war es darüber hinaus nicht zufriedenstellend, dass die durch
den Karbonat-Anteil korrigierten neR-Ergebnisse teils im negativen Bereich lagen. Dies
ist vornehmlich auf Sedimentinhomogenitäten und die parallele Bestimmung der
miteinander verrechneten Fraktionen zurückzuführen. Zukünftig ließe sich das Problem
durch eine Modifikation der Extraktionsreihenfolge vermeiden, bei der die
Karbonatextraktion noch vor der abschließenden Verbrennung der Extraktionsrückstände
und nicht nur an Parallelproben erfolgen sollte.
4.5.9 Empfehlungen zur künftigen Mikrokosmendurchführung
Zusammenfassend lässt sich festhalten, dass die Erstellung eines Standard-
Durchführungsprotokolls für Mikrokosmenversuche nur bedingt sinnvoll ist, da die
Versuchsanordnung der jeweiligen Fragestellung und den Rahmenbedingungen der
Untersuchung immer angepasst werden sollte (Pritchard und Bourquin 1984). Durch die
Bewertung einzelner Durchführungsaspekte konnte im Rahmen dieses Kapitels
allerdings ein Handlungsrahmen für die künftige Durchführung von Mikrokosmenversuchen
erstellt werden. Hiernach sollten Mikrokosmenversuche grundsätzlich
mehrfachbeprobt mit Grundwasser und Sediment des zu untersuchenden Standortes
durchgeführt werden. Nur in Ausnahmefällen sollte auf eine Versuchsanordnung mit
ausschließlicher Beteiligung von Grundwasser zurückgegriffen werden. Als
Volumenverhältnis von Grundwasser und Sediment hat sich in den Versuchen dieser
Arbeit ein Anteil von einem Drittel Sediment und zwei Dritteln Grundwasser
(Gewichtsverhältnis 1,1 bis 1,2) bewährt, wobei diese Festlegung auch stark danach
ausgerichtet werden sollte, welche Probenvolumina der einzelnen Phasen für die
entsprechenden Analysen benötigt werden. Will man tatsächlich die häufig zitierte
Zusammensetzung von Grundwasser und Sediment denen im Untergrund
nachempfinden (Nielsen et al. 1996, Wilson und Wilson 1997, Wiedemeier et al. 1998),
sollte besser auf eine Laborsäulenanordnung zurückgegriffen werden, da diese im
Rahmen von Batch-Mikrokosmen nicht realisierbar ist (Kelly et al. 1996).
Die Ausbildung eines Headspacevolumens in den Versuchsgefäßen sollte zumindest bei
der Betrachtung flüchtiger Schadstoffe vermieden werden und die entnommenen

Diskussion 98
Probevolumina sollten im Zweifel durch Glasperlen ersetzt werden, da diese
Vorgehensweise keinen negativen Einfluss auf die Schadstoffkonzentrationen hatte.
Einer Vergiftung der abiotischen Kontrollen mit Azid ist nach bisherigem
Kenntnisstand für anaerobe Versuchsansätze und auch bei langen Inkubationszeiten
nichts entgegenzusetzen. Im Allgemeinen finden bei anaeroben Betrachtungen,
Konzentrationsbereiche von 1-2 g/l Azid Anwendung. Erste Versuche mit
Glutaraldehyd zeigten, dass auch für diese Vergiftungssubstanz ein gutes
Einsatzpotenzial besteht. Allerdings würde eine Anwendung eingehendere
Untersuchungen erfordern, insbesondere in Bezug auf mögliche Reaktionen mit
verschiedenen Schadstoffen. Auf die Sicherstellung der anaeroben Inkubation sollte bei
anaeroben Mikrokosmenversuchen besonderer Wert gelegt werden, da es sonst zu einer
erheblichen Beeinträchtigung der Ergebnisse kommen kann. Für die Inkubation im
anaeroben Milieu besteht zur Nutzung einer Glove-Box, Anaerobier-Töpfen oder
anderen luftdicht verschließbaren Gefäßen in Kombination mit Gasaustausch und/oder
sauerstoffbindenden Reaktoren keine langfristige Alternative. Für eine Aufdotierung
mit Schadstoffen sollten Methoden genutzt werden, die im Rahmen dieser Arbeit keine
Anwendung fanden, wie die Zugabe über DMSO oder XAD-7 (Morasch et al. 2001).
4.6 Extrapolierbarkeit von Ergebnissen kleinskaliger
Laborversuche auf den Geländemaßstab
Um eine Bewertung vorzunehmen, ob die gewonnenen Mikrokosmen-Ergebnisse den
Vorgängen im Gelände entsprechen und sich somit übertragen lassen, soll zunächst ein
detaillierter Vergleich verschiedener Aspekte zwischen den Laborergebnissen und den
Erkenntnissen aus in situ-Untersuchungen am Standort Castrop-Rauxel vorgenommen
werden.
4.6.1 Abbaupotenzial
In Bezug auf Abbau-Prozesse konnte in den Geländeerhebungen in Castrop-Rauxel
festgestellt werden, dass die Schadstoff-Frachten über die Fließstrecke deutlich
gemindert werden und dass das Auftreten geringer Schadstoffkonzentrationen meist von
abgereicherten Sulfatgehalten begleitet wird, was einen mikrobiellen Schadstoffabbau
nahe legt (Wortmann und Berning 2006, 2007). Bezüglich des Schadstoffabbaus wurde
die Abbauvermutung zumindest für Toluol durch Ergebnisse der Isotopenfraktionierung
belegt. Für Benzol und Naphthalin konnte in diesen Untersuchungen am Standort
dagegen kein Abbaunachweis erbracht werden, allerdings ist ein Abbau dieser
Substanzen nach dem Ergebnis der Isotopenfraktionierung auch nicht auszuschließen.
Ein zusätzlicher Hinweis auf mikrobielle Abbauprozesse konnte durch das Auftreten
von Metaboliten gewonnen werden. Der Abbau von Toluol wurde auch in den

Diskussion 99
Laborversuchen gefunden und war hier ebenfalls der bedeutendste
Mineralisierungsprozess. Dieser Toluolabbau zeichnetee sich einerseits in den normalen
und den Radioaktiv-Mikrokosmen ab und deutete sich darüber hinaus in den
Korellationen der Gesamtzellzahlen mit den Schadstoffkonzentrationen an. In den
Laborversuchen konnte zudem ein Abbau von Naphthalin und Benzol gefunden werden,
der über die Ergebnisse der Isotopenfraktionierung nicht nachweisbar gewesen ist. Auch
für andere Schadstoffe, die im Rahmen dieser Geländemethode nicht betrachtet wurden,
konnte in den Laborversuchen ein Abbau gefunden werden.
Aus den unterschiedlichen Befunden von Labor- und Geländeuntersuchungen ergibt
sich die Frage, ob entweder Artefakte an dem Ergebnis der Laboruntersuchungen
beteiligt gewesen sind oder ob die Mikrokosmenversuche ggf. eine sensiblere Technik
für einen Nachweis der Abbauprozesse darstellen. Im Bereich des Testfeldes konnte
eine enorme Frachtreduktion, sowohl der PAK als auch der BTEX gefunden werden.
Gleichzeitig wurden Prozesse wie Sorption und Verdünnung als unbedeutend eingestuft
(Wortmann und Berning 2006). Weitere Prozesse, die im Gelände zu einer
Frachtreduktion führen könnten (z.B. Dispersion, Verflüchtigung oder abiotische
Abbauprozesse) sind zwar im Gelände wahrscheinlich auch existent, könnten aber die
berechnete Frachtreduktion nicht allein verursacht haben. Somit erscheint die Annahme
eines mikrobiellen Abbaus dieser Substanzen plausibel und fast unvermeidbar. Auch
das Auftreten von Metaboliten deutet darauf hin, dass im Gelände neben Toluol noch
weitere Schadstoffe abgebaut werden, so dass der im Labor gefundene Abbau von
Naphthalin und Benzol durchaus als geländerelevant angesehen werden kann. Die
Mikrokosmen lieferten somit eher ergänzende als konkurrierende Aussagen zu den in
situ-Ergebnissen. Ähnliches gilt für die Schadstoffe m-, p-Xylol, Acenaphthen und
Fluoren, für die in den Mikrokosmen ein Abbau nachgewiesen wurde, die aber
bezüglich der Isotopenfraktionierung nicht untersucht worden sind. Die
Laboruntersuchungen konnten somit im Hinblick auf Abbau-Prozesse die Gelände-
Erkenntnisse z.T. bestätigen, in vielerlei Hinsicht ergänzen und auch zu einem
verbesserten Prozessverständnis beitragen.
Trotz der Schwierigkeiten, Gelände- und Labordaten miteinander zu vergleichen, ist
davon auszugehen, dass sowohl der qualitative Schadstoffabbau als auch Aussagen zu
Abbaupräferenzen beider Betrachtungen vergleichbar sind. Entsprechende Erfahrungen
bezüglich der Vergleichbarkeit von Aussagen zum Abbaupotenzial aus Labor- und
Geländeerhebungen wurden auch von zahlreichen anderen Autoren gemacht (Kuhn et
al. 1985, Barbaro et al. 1992, Holm et al. 1992, Hunt et al. 1997).
4.6.2 Elektronenakzeptornutzung
Im Rahmen der Untersuchungen, die von verschiedensten Seiten auf dem Gelände
durchgeführt worden sind, konnte im Hinblick auf die dominierenden
Elektronenakzeptorprozesse festgestellt werden, dass Sulfat am Standort als

Diskussion 100
Hauptelektronenakzeptor anzusehen ist, während Eisenreduktion und Methanogenese
eine eher untergeordnete und Nitratreduktion überhaupt keine Rolle spielt (Wortmann
und Berning 2007). Bestätigt wurde diese Annahme durch diverse
Isotopenuntersuchungen, also durch Betrachtung der δ 34 SSO4 bzw. der δ 18 OSO4-Signatur.
Diese Beobachtung deckt sich weitgehend mit den im Labor gewonnenen
Erkenntnissen. Auch hier wurde Sulfat als der Elektronenakzeptor identifiziert, der
mengenmäßig hauptsächlich am Schadstoffabbau beteiligt war. Allerdings wurde durch
die Laborversuche eine zusätzliche Funktion des dreiwertigen Eisens deutlich, nämlich
die, dass Fe(III) indirekt den Schadstoffabbau unter Bedingungen der Sulfatreduktion
verstärkt. Somit würde den im Sediment enthaltenen Eisenoxiden eine höhere
Bedeutung zukommen als entsprechend der Einschätzung, die ausschließlich auf den
Geländedaten beruht.
4.6.3 Schadstofftransformation durch Sedimentbeteiligung und
Bilanzierung von NA-Prozessen
In den 14 C-Mikrokosmenversuchen konnten ergänzende Informationen bezüglich der
Gesamtbilanzierung der NA-Prozesse und zur Bildung nicht-extrahierbarer Rückstände
gewonnen werden. Für eine solche Betrachtung stehen keine Geländemethoden zur
Verfügung.
Bezüglich der Bedeutung von sorptiven Prozessen wurden im Gelände und im Labor
widersprüchliche Ergebnisse gefunden. Während nach Berechnungen und
Sorptionsexperimenten durch das Ingenieurbüro WESSLING Beratende Ingenieure
GmbH belegt werden konnte, dass das Sorptionspotenzial im Testfeld weitgehend
erschöpft ist und für die Stationarität der Fahne keine Rolle mehr spielt (Wortmann und
Berning 2006, 2007), konnte in den Laborversuchen, v.a. in den Ansätzen mit 14 C-
Schadstoffmarkierung (Kapitel 3.2.1), eindeutig Sorptionsprozesse gefunden werden.
Möglicherweise ist dieser Widerspruch darauf zurückzuführen, dass das Sediment, das
im Rahmen der Mikrokosmenversuche eingesetzt wurde, vor dem Einsatz bereits
längere Zeit gelagert worden ist. Während dieser Lagerzeit haben möglicherweise die
Schadstoffgehalte abgenommen, so dass erneut Bindungskapazität frei wurde, die am
Standort real gar nicht mehr vorliegt. Andere Autoren dagegen berichten über längere
Lagerzeiten von Sedimentproben (>1 Jahr bzw. 14 Monate) ohne dass es zu erheblichen
Beeinträchtigungen gekommen ist (Herman und Roberts 2005, Kao und Borden 1997).
Da nicht anzunehmen ist, dass derartige Gelände-Labor-Diskrepanzen auch bei frischen
Proben auftreten, sollten zukünftig möglichst keine gelagerten Proben verwendet
werden, um verlässliche Ergebnisse bezüglich der Sorptionskapazität aus
Mikrokosmenversuchen zu gewinnen.

Diskussion 101
4.6.4 Abbauhemmung
Eine weitere Übereinstimmung zwischen Labor- und Geländeuntersuchungen konnte im
Hinblick auf eine mögliche Abbauhemmung durch die vorliegenden
Schadstoffkonzentrationen festgestellt werden. Aus Geländeuntersuchungen war für den
Standort eine Hemmung der mikrobiellen Abbauaktivität für Bereiche mit erhöhten
Schadstoffgehalten abgeleitet worden (Frey et al. 2005, Wortmann und Berning 2006).
Allerdings befanden sich die Probenahmestellen T9, T10 und T14 bei dieser
Betrachtung nicht in dem Bereich, in dem der mikrobielle Schadstoffabbau gehemmt
wird. Diese Einschätzung konnte durch die Ergebnisse der Gesamtzellzahlen bestätigt
werden. Für die betrachteten Probenahmestellen und deren Schadstoffzusammensetzung
scheinen folglich wachstumsfördernde gegenüber möglichen toxischen Effekten zu
überwiegen. Edwards et al. (1992) beobachteten eine Abbauhemmung ab BTEX-
Konzentrationen von 30 mg/l, während ab 60 mg/l kein Abbau mehr stattfand. Die
Konzentrationsschwelle von 30 mg/l BTEX wurde bei den untersuchten
Probenahmestellen zwar teils überschritten, in den Proben, die für die Mikrokosmenversuche
verwendet wurden, lagen die Maximalkonzentrationen allerdings ca. bei
20 mg/l. Michels et al. (2002) berichten zudem von einer toxischen Wirkung der BTEX
im anaeroben Milieu in Konzentrationen

Diskussion 102
Darüber hinaus ist möglicherweise im Aquifer die lokale Verfügbarkeit der
Reaktionspartner (Mikroorganismen, Schadstoffe, Elektronenakzeptoren) stark
eingeschränkt, was sich, zusammen mit der Aquiferheterogenität, limitierend auf den
Schadstoffumsatz im Gelände auswirken kann (Borden et al. 1997, Thornton et al.
2001, Cirpka 2005). In Mikrokosmenversuchen werden diese Massentransportlimitationen
meist vermieden (Kelly et al. 1996).
In den hier durchgeführten Laborversuchen wurden die Ergebnisse in kinetischer
Hinsicht offensichtlich unter optimalen, also „best-case“-Bedingungen erzielt, während
die Modellierungsverfahren oder direkte Geländeuntersuchungen dagegen als „worstcase“-Einschätzung
zu betrachten sind. Dieser Standpunkt ist allerdings, unter
Berücksichtigung der verfügbaren Literatur, nicht grundsätzlich vertretbar. Bislang
wurde nur von wenigen Autoren ein direkter Vergleich von Gelände- und
Laboruntersuchungen durchgeführt (Kuhn et al. 1985, Barbaro et al. 1992, Holm et al.
1992, Nielsen et al. 1996, Borden et al. 1997, Hunt et al. 1997, Bjerg et al. 1999).
Dabei konnte aber kein einstimmiges Meinungsbild herausgearbeitet werden. Ähnlich
wie in den hier beschriebenen Untersuchungen stellten einige Autoren dar, dass der
Abbau im Labor höher als der im Gelände sei (Borden et al. 1997, Chapelle et al. 1996,
Kota et al. 2004). Bjerg et al. (1999) dagegen fanden in Labor- oder in situ-
Mikrokosmenversuchen einen geringeren Abbau als in Feldinjektionstechniken im
Gelände, weshalb sie eher davon ausgehen, dass Mikrokosmenversuche zu einer
konservativen Einschätzung des Schadstoffabbaus führen. Diese Meinung vertreten
auch Hickmann und Novak (1989). In der Konsequenz sollte aber eine Anwendung von
„allgemeingültigen“ Labor-Abbauraten für Prognosen der Geländeprozesse vermieden
werden. Zu ebendiesen Schlussfolgerungen, dass Abbauraten zwar geeignet sind das
Abbaupotenzial darzustellen oder die Abbausequenz zu verifizieren, nicht aber
Intensitäten des in situ-Abbaus widerzuspiegeln, kamen auch Madsen (1991) und
Borden et al. (1997). Nach Wiedemeier et al. (1998) sollten Mikrokosmen nur zur
Bestimmung von Abbauraten herangezogen werden, wenn keine anderen Mittel zu
diesem Zwecke zur Verfügung stehen.
Obwohl somit von einer Nutzung der im Labor bestimmten Abbauraten für die
Vorhersage von Abläufen im Gelände abzuraten ist, können sie trotzdem wertvolle
Hinweise für eine Modellvalidierung und -parametrisierung liefern (Hickmann und
Novak 1989, Wiedemeier et al. 1998, Kota et al. 2004, G. Hornbruch, persönliche
Mitteilung, 2007). Zudem könnte eine Zeitprognose unter Zuhilfenahme der „bestcase“-Abbauraten
insofern von Bedeutung für spätere Entscheidungsprozesse sein, als
eine Sanierung über Natural Attenuation grundsätzlich auszuschließen wäre, wenn
bereits dieser Zeithorizont nicht akzeptabel ist.

Diskussion 103
4.6.6 Abschließdende Bewertung der Nutzbarkeit von Labor-
Ergebnissen für die Einschätzung von in situ-Prozessen
Der Vergleich der Ergbenisse aus Labor- und Geländeerhebungen am Standort Castrop-
Rauxel zeigte, dass in Bezug auf das qualitative Abbaupotenzial, die Nutzung der
Elektronenakzeptoren und das Auftreten einer Abbauhemmung eine hohe
Übereinstimmung gefunden werden konnte. Unterschiede ergaben sich dagegen in
Hinblick auf das Sorptionspotenzial und die Labor-Abbauraten überschätzten den in
situ-Abbau. Die aufgetretenen Diskrepanzen sind mit hoher Wahrscheinlichkeit auf
Bedingungen der Probenlagerung und der Inkubation zurückzuführen, die eine
Entfernung von den Standortbedingungen verursachten und durch eine alternative
Vorgehensweise ggf. vermieden werden könnten. Somit kann insgesamt von einer sehr
hohen Übereinstimmung von Labor- und Geländedaten ausgegangen werden. Die
Aussagen, die im Rahmen von Laboruntersuchungen erhoben werden, sollten daher
auch Gültigkeit für in situ-Betrachtungen haben.
4.7 Bewertung der Mikrokosmen als Instrument zur
Einschätzung des NA-Potenzials
Da ein Schwerpunkt der Arbeit die Bewertung der Mikrokosmentechnik als Instrument
zur Einschätzung von NA-Prozessen war, sollen abschließend Potenzial und Grenzen
von Mikrokosmenversuchen zur Beurteilung von NA-Prozessen diskutiert werden.
Es lässt sich einerseits festhalten, dass im Rahmen dieser Arbeit, die
Mikrokosmenversuche ein sehr effektives Instrument waren, das anaerobe
Abbaupotenzial am Standort zu identifizieren und Abbaupräferenzen oder eine
Abbaureihenfolge abzuleiten. Ein Vergleich mit den anderen am Standort
durchgeführten Untersuchungen legt nahe, dass die im Labor gefundenen Prozesse auch
eine hohe Geländerelevanz haben. Im Rahmen des Projektverbundes zeigte sich
weiterhin, dass die Mikrokosmenversuche offensichtlich besser geeignet waren,
Informationen zum Abbaupotenzial zu erheben, als z.B. Messungen zur
Isotopenfraktionierung, welche aufgrund der geringen Fraktionierungsfaktoren von sehr
langsam ablaufenden Abbauprozessen keine detaillierten Aussagen zuließen (Wortmann
und Berning 2006, 2007). Die kleinskalige Mikrokosmentechnik scheint somit durchaus
dazu geeignet zu sein, Aussagen über die Geländeprozesse im Hinblick auf das
Abbaupotenzial zu treffen.
Mikrokosmenversuche bieten sich zudem zur Verbesserung des Prozessverständnisses
an, welches sich in den vorliegenden Untersuchungen beispielsweise in einem
differenziertem Rollenverständnis der dreiwertigen Eisenverbindungen äußerte. Auch
zur Bewertung von ENA-Maßnahmen haben Mikrokosmenversuche ein sehr großes
Potenzial. Weiterhin können Mikrokosmenexperimente prinzipiell dabei helfen,
kometabolische Effekte aufzudecken. Mikrokosmen sind darüber hinaus ein sinnvolles

Diskussion 104
Werkzeug, weitere Milieu-Faktoren zu identifizieren, die die NA-Prozesse ggf.
beeinflussen (experimentelle Sensitivitätsanalyse). Hierzu trugen beispielsweise die
Mikrokosmenversuche mit radioaktiver Schadstoffmarkierung und mit Braunkohle-
Zugabe bei. Diese Labor-Experimente mit radioaktiver Markierung boten zudem die
Möglichkeit, die Bedeutung von anderen NA-Prozessen einzuschätzen, wie z.B. die
Bildung nicht-extrahierbarer Rückstände. Zudem wird durch derartige Versuche eine
Gesamtbilanzierung der ablaufenden NA-Prozesse möglich. Es bestünde keine
Möglichkeit, diese Aussagen aus Geländeuntersuchungen abzuleiten. Ein Nachteil der
14 C-Mikrokosmen ist allerdings, dass sie besondere laborative Voraussetzungen
erforden und somit auch finanziell aufwendiger sind als normale Mikrokosmenversuche.
Die abgeleiteten Abbauraten 1. Ordnung waren dagegen für eine direkte
Anwendung für Geländeprognosen nicht geeingnet.
Zusammenfassend lässt sich festhalten, dass die Anwendungsmöglichkeiten, die
Mikrokosmenversuche bieten, sehr vielfältig sind und somit deren Potenzial hoch
einzuschätzen ist. Für den untersuchten Standort Victor 3/4 in Castrop-Rauxel waren
die Mikrokosmenversuche eine wichtige Informationsquelle, aus der viele ergänzende
Informationen zu den ablaufenden NA-Prozessen gewonnen wurden.
Davon ausgehend sollten Mikrokosmenversuche als Standardinstrument bei der
Bewertung von NA-Prozessen implementiert werden. Es wird als sinnvoll erachtet, sie
als ein „line of evidence“ im Gesamt-MNA-Konzept zu etablieren. Mikrokosmenversuche
bieten die Möglichkeit, das Aufwand-Nutzen-Verhältnis von Sanierungsmaßnahmen
zu verbessern. Darüber hinaus können, durch das verbesserte
Prozessverständnis, Aktivitäten zur Verbesserung der Abbauleistung (ENA) wesentlich
gezielter und effizienter vorgenommen werden. Dabei ist aber zu berücksichtigen, dass
niemals eine einzige Methode Antworten auf alle Fragestellungen bieten kann und dass
Mikrokosmenversuche immer nur eine Ergänzung und kein Ersatz hydrogeologischer in
situ-Untersuchungen sein können. Detaillierte Kenntnisse der Aquiferverhältnisse sind
sogar eine notwendige Voraussetzung für die Durchführung von laborativen
Untersuchungen. In den meisten Fällen bietet sicherlich die Anwendung eines
Methodenpaketes, bei dem Mikrokosmenversuche ein mögliches Instrument zur
Bewertung von NA-Prozessen darstellen, die zuverlässigste und vielseitigste
Informationsgrundlage.
Eine Einordnung von Mikrokosmenversuchen innerhalb der zur Verfügung stehenden
Alternativmethoden zur Beurteilung des NA-Potenzials ist in Abbildung 33 dargestellt.
Als Grundlage für die Berücksichtigung natürlicher Schadstoffminderungsprozesse in
der Altlastenbearbeitung dienten die Empfehlungen des LABO-Positionspapiers (Müller
et al. 2005). Aus diesem Ablaufschema wird deutlich, dass im Rahmen der

Diskussion 105
Altlastenbearbeitung ein Informationsbedarf zum NA-Potenzial bereits während der
Detailuntersuchung entstehen kann. Diesem könnte z.B. durch Mikrokosmenversuche
entsprochen werden. Der Haupt-Einsatzzeitpunkt von Mikrokosmenuntersuchungen
wird aber sicherlich die Sanierungsuntersuchung sein, während der Einzelheiten zum
NA-Potenzial und Möglichkeiten der Einflussnahme (z.B. über ENA) untersucht
werden.
Abbildung 33: Mikrokosmenversuche und Alternativmethoden zur Bestimmung des NA-
Potenzials. Die Möglichkeiten der Berücksichtigung natürlicher Schadstoffminderungsprozesse
in der Altlastenbearbeitung entspricht den Empfehlungen
des LABO-Positionspapiers (Müller et al. 2005).
Alternative Labor-Methoden zu den Mikrokosmen, die dem Anwender zur Verfügung
stehen sind beispielsweise Säulenversuche (Kuhn et al. 1988, Haag et al. 1991, Hosein
et al. 1997, Rockne und Strand 1998), die man je nach Definition aber auch zu den
Mikrokosmen zählen kann. Untersuchungen mit in situ-Mikrokosmen bzw. Bactraps,

Diskussion 106
beinhalten Beobachtungen von Material, welches in den Aquifer direkt eingebracht wird
(Bjerg et al. 1996, 1999, Griebler et al. 2002, Stelzer et al. 2006). Darüber hinaus
können über molekularbiologische Verfahren, z.B. durch eine Analyse der mRNA,
ausgewählte Enzymaktivitäten überprüft werden (Hosein et al. 1997, Bakermans und
Madsen 2002). Über derartige Untersuchungen können bisher allerdings nur qualitative
Aussagen zum Schadstoffabbau gemacht werden. Die MPN-Methodik (z.T. auch
Bestimmung der CFU) bietet die Möglichkleit die Verbreitung von Bakterien zu
erfassen, die bestimmten Stoffwechselgruppen angehören, wie z.B. die
Kohlenwasserstoff-Verwerter, die Eisenreduzierer oder die Sulfatreduzierer (Hickman
und Novak 1989, Haines et al. 1996, Hayes et al. 1999, Kao et al. 2001, Kota et al.
2004, Schulze und Tiehm 2004). Auch über die Bestimmung von Gesamtzellzahlen
können in gewissem Maße Hinweise zum Abbaupotenzial gewonnen werden. All diese
Methoden haben sehr verschiedene Anwendungsschwerpunkte und bieten damit
unterschiedliche Aussagemöglichkeiten.
Demgegenüber stehen diverse Geländemethoden, die ebenfalls unterschiedliche
Eignungsgrade bzw. Informationsschwerpunkte aufweisen. Über eine Bilanzierung von
Frachten oder eine Untersuchung spezifischer „Signatur-Metabolite“ (Griebler et al.
2004) können Aussagen zum Abbaupotenzial gewonnen werden. Methoden der
Isotopenfraktionierung können hierzu ebenfalls genutzt werden, wobei allerdings zu
beachten ist, dass diese nicht für alle Substanzen geeignet sind und einen ausreichend
starken Abbau mit einer signifikanten, quantifizierbaren Fraktionierung voraussetzen
(Fischer et al. 2004, Griebler et al. 2004, Meckenstock et al. 2004a, Schmidt et al.
2004). Ein aerober Abbau ist z.B. nicht zwingend von einer Isotopenfraktionierung
begleitet. Zudem setzt diese Technik Fraktionierungsfaktoren voraus, die ebenfalls
ortsspezifisch sind und nur im Labor bestimmt werden können (Griebler et al. 2004,
Schmidt et al. 2004), so dass die entscheidenden Einflussgrößen streng genommen gar
nicht im Gelände erhoben werden. Über die Betrachtung der Isotopenfraktionierung ist
theoretisch auch eine quantitative Bewertung des Schadstoffabbaus möglich, allerdings
ist diese Form der Anwendung noch nicht vollständig ausgereift (Griebler et al. 2004).
Auch ausgehend von Immissionspumpversuchen ist eine Bestimmung von NA-Raten in
der Entwicklung (Bayer-Raich et al. 2006). Ähnliches gilt für push-pull-Tests, bei
denen koservative Tracer und Reaktanden über Brunnen in den Aquifer injeziert
werden, um eine in situ-Quantifizierung von mikrobiellen Aktivitäten vorzunehmen
(Kleikemper et al. 2002).
Modellierungen, die eigentlich keine Geländemethoden darstellen, aber direkt auf
diesen basieren, bieten die Möglichkeit, durch Simulation von Entwicklungen in
zurückliegenden Zeiträumen, Abbauraten zu bestimmen oder aber Prognosen für die
zukünftige Fahnenentwicklung aufzustellen.
Welche Methoden bei einem Untersuchungsstandort anzuwenden sind, ist spezifisch für
den jeweiligen Einzelfall zu entscheiden. In den meisten Fällen wird aber sicher eine

Diskussion 107
Kombination aus Geländeerhebungen, Laborversuchen und Modellierungen die
leistungsfähigste Bewertungsgrundlage darstellen (Chapelle et al. 1996).
4.8 Ausblick
Die beschriebenen Laborversuche haben gezeigt, dass NA-Prozesse am Standort Victor
3/4 in Castrop-Rauxel wirksam sind und im Rahmen einer MNA-Maßnahme zu einer
Schadstoffminderung beitragen könnten. Ob diese Selbstreinigungsprozesse
ausreichend sind, um eine Sanierung des Standortes zu erreichen oder ob ggf. doch
aktive Sanierungsmaßnahmen bzw. ENA-Techniken effektiver wären, ist schwer
abschätzbar. Trotzdem ist abesehbar, dass am Standort eine MNA-Maßnahme in
Kombination mit einer hydraulischen Sicherung durchgeführt wird (Möller et al. 2006,
Wortmann und Berning 2007), da im Zuge einer Verhältnismäßigkeitsbetrachtung eine
aktive Sanierung nicht in Erwägung zu ziehen ist.
Allgemein haben die Ergebnisse dieser Arbeit gezeigt, dass in Bezug auf die
untersuchten Schadstoffe (BTEX, PAK) NA eine plausible Sanierungsalternative
darstellt, da sowohl ein mikrobieller Abbau als auch eine neR-Bildung zur
Schadstoffminderung beitragen können. Es ist somit davon auszugehen, dass auch in
vergleichbaren Schadensfällen auf Gaswerks- und Kokereigländen oder aber bei
Imprägnierwerken Natural Attenuation Einsatz finden wird.

5 Zusammenfassung
Für eine gezielte Inanspruchnahme des natürlichen Schadstoffabbaus in
Grundwasserkontaminationen (Natural Attenuation) ist es erforderlich, die dafür
verantwortlichen Prozesse zu identifizieren, zu bewerten und zu quantifizieren. Zur
Einschätzung des NA-Potenzials wurden an einem ehemaligen Kokereistandort
verschiedene Mikrokosmenversuchsreihen durchgeführt. Im Rahmen der Versuche
konnte für die meisten der untersuchten Schadstoffe, v.a. für Toluol, Naphthalin und
m-, p-Xylol, nicht aber für o-Xylol und Ethylbenzol, ein anaerober Abbau
nachgewiesen werden. Der Abbau erfolgte sequenziell: Zunächst wurde Toluol
abgebaut, dann Naphthalin und m-, p-Xylol. Erst im Anschluss daran fand ein Abbau
von Acenaphthen und Fluoren und schließlich von Benzol statt. Proben mit erhöhter
Abbauaktivität wiesen dabei in der Regel auch eine erhöhte Gesamtzellzahl auf.
Durch Versuche mit radioaktiven Schadstoffen sollte darüber hinaus die Beteiligung
von sedimentgebundenen Minderungsprozessen quantifiziert und alle auftretenden NA-
Prozesse bilanziert werden. Dabei konnte gezeigt werden, dass eine Bildung nichtextrahierbarer
Rückstände, insbesondere für die höherkernigen PAK-Komponenten,
auch unter den anaeroben Grundwasserbedingungen zum Verschwinden der
Schadstoffe führt und somit maßgeblich zum NA-Potenzial beiträgt.
Bei der Bewertung möglicher ENA-Maßnahmen zeigte sich, dass die Nutzung der
alternativen Elektronenakzeptoren Sauerstoff und Nitrat im Vergleich zu dem am
Standort genutzten Sulfat den Abbau beschleunigt. Der anaerobe Abbau mit Sulfat
konnte durch die Zugabe von dreiwertigen Eisenverbindungen gesteigert werden. Diese
reagieren wahrscheinlich abiotisch mit Sulfid und mindern so dessen Toxizität.
In Bezug auf das Mikrokosmendesign zeigte sich, dass wiederholt beprobte Ansätze mit
Standortwasser und Sediment (alternativ nur Grundwasser) die beste Einschätzung des
Schadstoffabbaus ermöglichten. Um abiotische Verluste, z.B. durch Verflüchtigung, zu
vermeiden, sollten Leerräume in den Versuchsgefäßen vermieden werden.
Insgesamt spiegelten die Mikrokosmenversuche relativ gut die Prozesse am Standort
wider und nur in Einzelfällen traten Widersprüche zwischen Labor- und
Geländeerhebungen auf. Allgemein bieten Mikrokosmenversuche somit vielfältige
Möglichkeiten, die im Aquifer ablaufenden Prozesse zu identifizieren, diese qualitativ
und quantitativ zu charakterisieren oder hinsichtlich der Stoffflüsse zu bilanzieren.
Mikrokosmen sind somit als ein sehr wertvolles Instrument für die Bewertung von
Selbstreinigungs-Prozessen im Aquifer anzusehen. Sie sollten deshalb neben anderen
Methoden als eine „line of evidence“ standardmäßig zur Bewertung des NA-Potenzials
eingesetzt werden.

6 Abstract
The use of natural attenuation as a remediation strategy for contaminated aquifers
requires the identification, evaluation, and quantification of the processes responsible
for the reduction of pollutants. Such an assessment is inevitable to ensure the
effectiveness of the process and to enhance the public acceptance for the application of
NA. Exemplarily, the natural attenuation potential of a former coking plant site was
investigated with a series of different microcosm experiments. It was found, that the
aquifer enharbours a degradation potential for most of the investigated contaminants,
especially for toluene, naphthalene and m-, p-xylene but not for o-xylene or
ethylbenzene. This degradation occurred sequentially starting with toluene, followed by
naphthalene and m-, p-xylene. Afterwards, acenaphthene or fluorene and finally
benzene were degraded. In most cases an increase in total cell number correlated well
with an enhanced degradation activity.
Radioactively labelled contaminants were used to assess the contribution of sediment
binding to the overall contaminant loss and to relate this process to the other attenuation
processes (total mass balance). The results of these experiments showed for the first
time, that the formation of non-extractable contaminant residues may take place not
only under aerobic conditions in soil but also under anaerobic conditions in the aquifer
contributing thereby significantly to contaminant decrease, especially for highly
condensed PAH.
With respect to possible ENA-strategies, the addition of oxygen or nitrate as electron
acceptors was found to be more effective than sulphate which is the predominant TEA
in the aquifer. Anaerobic degradation processes could also be enhanced by adding
amorphous iron(III)-species. These reacted with free sulfides and reduced toxicity
thereby.
An evaluation of different aquifer-microcosm set-ups revealed that vessels containing
groundwater and sediment were more representative for aquifer processes than
microcosms containing only groundwater. Considering the reproducibility of the results
it was found that experiments should be carried out, by sampling from the same vessel
rather than from several parallel incubation flasks. To reduce abiotic losses of
contaminants by volatilisation, headspace volumes in the vessels should be avoided.
Summarizing it can be said, that laboratory microcosm experiments were mostly in
good accordance with results derived from field investigations. Only in a few cases
were contradictory results found. Microcosm experiments offer good opportunities to
achieve additional and detailed information about natural attenuation and may therefore
improve the understanding of the ongoing processes. Especially in dealing with aspects
which cannot be examined from aquifer analyses alone, microcosm studies afford a
great potential. Therefore microcosm experiments have proven to be a valuable tool to

Abstract 110
reflect site specific natural attenuation processes and should be implemented as a
standardized tool in future investigations, where natural attenuation is considered as a
possible cleanup-strategy.

Literatur
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Wortmann, C. und A. Berning (2007): Zwischenbericht – Entwicklung und Erprobung eines
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ehemaligen Kokereistandort im Hinblick auf NA-Ansätze. BMBF-Projekt, Förderkennzeichen:
02WN0359. Laufzeit: 01.01.2003 bis 31.05.2007, Berichtszeitraum: 01.01.2006 bis 31.12.2006.
Wortmann, C., Berning, A., Möller, A., Hornbruch, G., Schäfer, D. und A. Dahmke (2005): Projekt 2.3:
Verbund Castrop-Rauxel: Untersuchung von NA-Ansätze auf einem ehemaligen Zechen- und
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Statusseminar. Dechema, Frankfurt, 99-110. http://www.natural-attenuation.de/media/document/
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Erklärung
Ich versichere, dass ich diese Arbeit einschließlich
der beigefügten Abbildungen und Tabellen
selbstständig angefertigt habe und keine anderen als
die angegebenen Quellen und Hilfsmittel benutzt
habe.
Bremen, den 01.02.2008 Unterschrift

Lebenslauf
Persönliche Daten
Name: Anne-Marie Berghoff
Geboren: 13.09.1977, in Düsseldorf
Staatsangehörigkeit deutsch
Ausbildung
06/1997 Abitur am Geschwister-Scholl-Gymnasium in Ratingen,
Note: 1,4
10/97-03/03 Studium der Landschaftsökologie an der Westfälischen-
Wilhelms-Universität in Münster, Nebenfächer: Botanik,
Geologie, Zusatzfächer: Mineralogie, Geophysik
03/2003 Diplom, Note: 1,1; Diplomarbeit: „Auswirkungen des
Veterinärantibiotikums Tetracyclin auf die Bodenmikroorganismen“,
angefertigt am Niedersächsischen
Landesamt für Bodenforschung in Bremen.
seit 10/2004 Promotionsstudium an der Carl von Ossietzky Universität
Oldenburg
Tätigkeiten
04/03 – 09/03 Wissenschaftliche Hilfskraft, Hochschule Vechta, ISPA,
Geo- und Agrarökologie
01/04 – 09/07 Wissenschaftliche Mitarbeiterin, Hochschule Bremen,
Institut für Umwelt- und Biotechnik, Projektstelle im
Rahmen der BMBF-Förderschwerpunktes KORA:
Bewertung von Selbstreinigungsprozessen im Grundwasser

Anhang

Anhang
Anhangsverzeichnis
A.1 Informationen zu den PAK und BTEX .................................................................................. 129
A.2 Ergänzende Standortinformationen ...................................................................................... 132
A.3 Informationen zu Material und Methoden ............................................................................ 138
A.4 Ergebnisse Mikrokosmenversuche ........................................................................................ 142
A.5 Abbauraten ........................................................................................................................... 168
A.6 Gesamtzellzahlen .................................................................................................................. 170

Anhang A.1 Informationen zu den PAK und BTEX 129
A.1 Informationen zu den PAK und BTEX
Abbildung A.1-1: Strukturformeln der BTEX-Komponenten.

Anhang A.1 Informationen zu den PAK und BTEX 130
Abbildung A.1-2: Strukturformeln der 16 EPA-PAK. Die TVO-PAK sind mit * gekennzeichnet (aus
Michels et al. 2002).

Anhang A.1 Informationen zu den PAK und BTEX 131
Tabelle A.1–1: Physiko-chemische Eigenschaften der BTEX und PAK.
CAS- MolekuspezifiWasserlös- Oktanol- Sorp- Henry-Konstante, Dampfkanzero- Nummer larschelichkeit bei Wasser- tions 20-25°C druck, 20- genegewicht
Dichte bei 20-25°C Verteilungskoef 25°C Wir-
20°C
koeffizientfizientkung (log Kow) (log Koc)
[g/mol] [g/cm³] [mg/l] [Pa* m³*mol [kPa]
Quelle 1), 2) 1) 1), 2) 2), 3) 2), 3) 2) 1) 2), 3) 1), 2)
Benzol 71-43-2 78,1 0,88 1,75E+03 2,21 1,92 549 536 10 ja
Toluol 108-88-3 92,4 0,87 5,15E+02 2,73 2,18 676 633 2,9 -
Ethylbenzol 100-41-4 106,2 0,87 1,52E+02 3,13 2,41 854 779 0,95 -
m-Xylol 108-38-3 106,16 0,86 1,58E+02 3,2 3,2 630 527 0,8 -
p-Xylol 106-42-3 106 0,86-0,88 1,98E+03 3,15 2,31 630 0,88 -
o-Xylol 95-47-6 106,2 0,88 1,75E+02 3,08 2,11 537 533 0,67 -
-1 ]
BTEX
Naphthalin 91-20-3 128,2 1,14 3,29E+01 3,37 3,1 120 1,08E-02 -
Acenaphthen 83-32-9 154,21 1,06 3,93E+00 4,33 3,8 781 1,16E-03 -
Fluoren 86-73-7 166 1,20 1,69E+00 4,18 3,9 12 4,50E-04 -
Phenanthren 85-01-8 178,22 1,06 1,60E+00 4,46 4,1 659 9,30E-05 -
Anthracen 120-12-7 178,23 1,25 4,50E-02 4,45 4,3 6839 1,10E-05 -
Fluoranthen 206-44-0 202 1,25 2,06E-01 5,33 4,3 6789 2,40E-04 -
Pyren 129-00-0 202,3 1,27 1,60E-01 5,32 4,8 7,00E-04 1,60E-06 -
Benzo(a)anthracen 56-55-3 228,3 1,27 5,70E-03 5,61 4,8 1,40E-03 1,00E-05 ja
Chrysen 218-01-9 228,2 1,27 1,80E-03 5,86 4,9 1,20E-03 1,50E-09 ja
Benzo(b)fluoranthen 205-99-2 252 k.A. 1,47E-02 6,57 6,2 2 2,90E-08 ja
Benzo(k)fluoranthen 207-08-9 252,32 k.A. 4,30E-03 6,84 5,6 1,10E-03 1,80E-08 ja
Benzo(a)pyren 50-32-8 252,3 1,28 1,20E-03 6,04 5,3 1,40E-04 3,80E-09 ja
Dibenz(a,h)anthracen 53-70-3 278,35 k.A. 5,00E-04 6,75 6,3 3,90E-02 6,70E-12 ja
Benzo(g,h,i)perylen 191-24-2 276 k.A. 7,00E-04 7,23 - 1,40E-02 1,80E-10 -
Indeno(1,2,3,c,d)pyren 193-39-5 276,34 k.A. 7,17E+02 7,66 6,2 5,14E-07 - ja
16 EPA PAK
Henry-Konstante: Die Henry-Konstante beschreibt die Verteilung eines Stoffes zwischen den Phasen Luft und Wasser. Sie ist ein Maß für die Fugizität. Verdünnte
Lösungen: Verhältnis aus Partialdruck einer gelösten Substanz und ihrer Volumenkonzentration in reinem Wasser bei einer best. Temperatu; Schwer wasserlösliche
Substanzen: Verhältnis aus Dampfdruck und Wasserlöslichkeit, H> 10³: große Flüchtigkeit (Landesumweltamt Brandenburg 2005)
Oktanol-Wasser-Verteilungskoeffizient (log Kow): Gleichgewichtsverhältnis der Konz. einer Substanz in einer Oktanol zu einer wässrigen Phase. Maß für die Polarität
bzw. Lipophilität der Chemikalie (positiv bei lipophilen und negativ bei hydrophilen Substanzen); hohe log Kow sind mit hoher Bio- und Geoakkumulationstendenz
verbunden (Landesumweltamt Brandenburg 2005).
Sorptionskoeffizient (log Koc): Verhältnis zwischen der an organischem Material sorbierten Stoffmenge (bezogen auf Corg) zur gelösten Stoffmenge,
Verteilungkoeffizient zwischen organischem Kohlenstoff im Boden/Sediment und dem Wasser. Maß für die Sorptionsaffinität (Landesumweltamt Brandenburg 2005).
Quellen: 1) Wiedemeier et al. 1999, 2) Landesumweltamt Brandenburg 2005, 3) Kästner 2000 4) Sicherheitsdatenblätter

Anhang A.2 Ergänzende Standortinformationen 132
A.2 Ergänzende Standortinformationen
m u. GOK (0,00 m NHN)
0,0
1,0
2,0
3,0
4,0
5,0
6,0
7,0
8,0
Projekt:
0,00
1,40
2,64 23.10.03
2,72 23.10.03
3,40
4,80
6,70
7,20
7,50
8,00
T 9
A (T, g¯, s¯, h'), Bergematerial, schwarzgrau
A (G, s'), Ziegel, vereinzelt Mörtel, vereinzelt Schamot t,
rot, graubraun
mS, fs', u', hellgraubraun, schwarzschlierig
mS, hellgraubraun, fs', g', u', Schlufflagen, schwarzschlierig vereinzelt Kieslagen,
U, fs', hellgrau, schwarzschlierig
T, fs', grau
T, fs', grau
Höhenmaßstab: 1:50 Blatt 1 von 1
87227 Zechenbrache Victor 3/4
Bohrung: T 9
Auftraggeber: Vestische Straßen- und Tiefbau GmbH Rechtswert: 0
Bohrfirma: CDM Jessberger
Hochwert: 0
Bearbeiter: Kroll
Ansatzhöhe: 0,00m
Da tu m: 23.10.2003
Endtiefe: 8,00m
Abbildung A.2-1: Bohrprofil der Probenahmestelle T9.

Anhang A.2 Ergänzende Standortinformationen 133
m u. GOK (0,00 m NHN)
0,0
1,0
2,0
3,0
4,0
5,0
6,0
7,0
8,0
Projekt:
T10
0,00
1,70
2,69 23.10.03
2,80
3,40
5,60
6,70
7,80
8,30
T10
A (T, g¯, s¯), Bergematerial, schwarzgrau
A (S, u, g¯), umgelagertes Bodenmaterial, Ziegelbruch,
Bergematerial, rot, schwarzbraun
mS, fs', u', h', rostbraun
mS, fs', u', hellgraubraun, rostbraun, schwarzschlierig
mS, fs, g', u', hellgraubraun
T, fs', grau, schwarzschlierig
T, fs', grau
Höhenmaßstab: 1:50 Blatt 1 von 1
Bohrung:
87227 Zechenbrache Victor 3/4
Auftraggeber: Vestische Straßen- und Tiefbau GmbH Re ch tswert: 0
Bohrfirma: CDM Jessberger
Hochwert: 0
Bearbeiter: Kroll
Ansatzhöhe: 0,00m
Datum: 23.10.2003
Endtiefe: 8,30m
Abbildung A.2-2: Bohrprofil der Probenahmestelle T10.

Anhang A.2 Ergänzende Standortinformationen 134
m u. GOK (0,00 m NHN)
0,0
1,0
2,0
3,0
4,0
5,0
6,0
7,0
Projekt:
T14
0,00
1,30
2,54 23.10.03 2,40
2,60 23.10.03
2,70
6,60
7,00
T14
Auftraggeber: Vestische Straßen- und Tiefbau GmbH Rechtswert: 0
Bohrfirma: CDM Jessberger
Hochwert: 0
Bearbeiter: Kroll
Ansatzhöhe: 0,00m
Datum: 23.10.2003
Endtiefe: 7,00m
A (T, g¯, s¯), Bergematerial, schwarzgrau
A (S, g', u'), umgelagertes Bodenmaterial, rot, braun,
schwarz
A (S, g¯, u'), grau, hellgrau
mS, fs', u', grau, schwarzschlierig
T, fs', grau, schwarzschlierig
Höhenmaßstab: 1:50 Blatt 1 von 1
Bohrung:
87227 Zechenbrache Victor 3/4
Abbildung A.2-3: Bohrprofil der Probenahmestelle T14.

Anhang A.2 Ergänzende Standortinformationen 135
Tabelle A.2–1: Analysenergebnisse (04/2004) der Grundwasserproben vom Testfeld - Standort
Castrop-Rauxel. Durchführung der Messungen durch das Ingenieurbüro
„WESSLING Beratende Ingenieure GmbH“.
Messstelle T 9 T 9 T 9 T 10 T 10 T 10 T 14 T 14 T 14
Tiefe 3,5-4,5 m 4,5-5,5 m 6 - 7 m 3,5-4,5 m 4,5-5,5 m 6 - 7 m 3,5-4,5 m 4,5-5,5 m 6 - 7 m
Entnahmedatum : 15.03.2004 15.03.2004 15.03.2004 16.03.2004 16.03.2004 16.03.2004 16.03.2004 16.03.2004 16.03.2004
Entnahmetiefe m u POK/GOK : 4,9 5,6 6,7 4,5 5,5 7 4,5 5,5 6,7
Ruhewasserstand m u. POK : 2,31 2,3 2,31 2,32 2,28 2,28 2,29 2,23 2,22
Wasserstand bei Entnahme : 3,44 4,43 4,33 3,09 4,13 4,62 3,32 3,98 3,84
Brunnentiefe m u. POK : 5,4 6,14 7,28 5,05 6,01 7,45 4,99 6,01 7,17
Brunnendurchmesser mm : 50 50 50 50 50 50 50 50 50
Temperatur °C : 10 10,3 10,8 9,2 9,8 10,4 9 10,5 11
pH-Wert (elektrometrisch) : 6,7 6,8 6,8 6,9 6,8 6,9 6,8 6,8 6,7
Leitfähigkeit [25°C] µS/cm : 2300 2210 1770 1690 1860 1890 2150 1950 1850
Sauerstoff (elektrom.) mg/l : 2,2 2,2 2,1 1,8 1,8 1,9 1,9 1,9 1,9
Redoxpotential vs. NHE mV : 90 79 82 84 101 81 25 39 54
Farbe : gelb/ gelb/ gelb/ grau/ grau/ grau/ grau/ grau/ gelb/
Farbstärke : mittel mittel mittel mittel mittel mittel stark stark mittel
Trübung : schwach schwach schwach mittel mittel mittel mittel mittel schwach
Geruch : *) *) *) *) *) *) *) *) *)
Geruchstärke : stark stark stark stark stark stark stark stark stark
Besonderheiten : keine keine keine keine keine keine keine keine keine
Ammonium (NH4) mg/l : 8,4 8,5 8,6 5,9 8,8 8,5 13 7,8 11
Nitrat (NO3) mg/l :

Anhang A.2 Ergänzende Standortinformationen 136
Tabelle A.2–2: PAK-Ausgangsgehalte im Sediment.
T9
Probenahmestelle/- tiefe
T10 T14
Substanz Einheit 3,5-4,0 4,5-50 3,5-4,0 4,5-5,0 6,0-6,5 6,5-7,0 4,0-4,5 5,0-5,5 6,0-6,5 6,5-7,0
Naphthalin [mg/kg] 0,3652 0,3774 0,3759 0,3085 1,0266 12,8872 4,8763 1,6556 0,3996 6,8997
Acenaphthen [mg/kg] 0,0080 0,0436 0,0213 0,0203 0,0726 0,0305 1,7178 4,1732 0,0391 0,1583
Fluoren [mg/kg] n.b. n.b. 0,0521 0,0386 0,1675 n.b. n.b. 15,4216 n.b. n.b.
Phenanthren [mg/kg] 0,0076 0,0019 0,0179 0,0158 0,0172 n.b. 2,2120 2,9115 0,2006

Anhang A.2 Ergänzende Standortinformationen 137
Tabelle A.2–4: Ergebnisse der Bestimmung des Glühverlustes nach DIN EN 12879 (2001).
Probenahmestelle Tiefe Glühverlust Mittelwert pro Mittelwert pro
Tiefe Probenahmestelle
[%] [%] [%]
T9 3,5-4,0 0,70 0,71 0,70
0,71
0,72
T9 5,5-6,0 0,72 0,69
0,65
0,71
T10 3,5-4,0 0,72 0,93 1,12
1,42
0,63
T10 4,5-5,0 0,34 0,36
0,36
0,37
T10 6,0-6,5 0,47 0,46
0,39
0,51
T10 6,5-7,0 3,14 2,73
2,43
2,61
T14 4,0-4,5 4,52 3,93 1,42
3,75
3,50
T14 5,0-5,5 0,60 0,65
0,67
0,67
T14 6,0-6,5 0,69 0,64
0,68
0,55
T14 6,5-7,0 0,47 0,48
0,50
0,49

Anhang A.3 Informationen zu Material und Methoden 138
A.3 Informationen zu Material und Methoden
Herstellung von amorphen Eisenoxyhyrdroxid
nach der Anleitung von Lovley und Philips (1986) (AEM 51/4, 683)
• 6,5 g FeCl3 (ohne Hydrat, entspricht 10,83 g FeCl3 x 6 H2O) in 100 ml dest. Wasser
lösen (= 0,4 M Lösung/ 0,04 mol absolut)
• Mit 5 M NaOH auf pH 7 bringen (ab 6,49 vorsichtig herantasten), nicht alkalisch werden
lassen, alle ½ Std mit NaOH neutralisieren, bis es neutral bleibt.
• Abdekantieren des Überstandes, 3 x mit Reinstwasser aufschlämmen, absetzen lassen
und Abdekantieren oder Zentrifugieren.
• Dann in ausgewogene Büchner-Trichter abfiltrieren
• Waschen des Niederschlages mit Reinstwasser. Eisen(III)schlamm in geeignetes
Glasgefäß überführen.
• Eisen(III)-in Glovebox einbringen und dort mit 100 ml/ 50 ml sterilem, anaerobem,
argondurchströmten Wasser eine Suspension mit dem gefällten Fe(III) herstellen [c =
0,4 M/ 0,8 M]. (sterilen Rührfisch hinzugeben, während Entnahme von Aliquoten auf
Magnetrührer rühren).
Abbildung A.3-1: Durchführungsanleitung zur Herstellung von amorphem Eisenoxyhydroxid.

Anhang A.3 Informationen zu Material und Methoden 139
Tabelle A.3–1: Geräteliste
14
C-Analytik IC-System
GC-System
HPLC-System
pH-Redox-
Station
Geräte
HPLC (Hochdruckflüssigkeitschromatograph)
ProStar, mit Diodenarray-Detektor (DAD) ProStar
330, und Fluoreszenzdetektor ProStar 363, 2
Pumpen ProStar 210, Autosampler ProStar 410,
Säulenofen ProStar 510, Degasser Degassit v.
MetaChem
HPLC-PAK-Säule, MZ-PAH, 5 µm, C18, 250 x 3,0
mm
Vorsäulenkartuschen MZ-PAH C18-5µm
Gaschromatorgraph Clarus 500, mit Turbomatrix
16 Headspace-Sampler, Computer mit
TotalChrom Software
GC-Säule: Fused Silica Kapillarsäule FS-OV-
1701, Säulennummer: MN-3665-22,
Dimethylphenylcyanopolymer mit 1 %
Vinylgruppen, 25 m Länge, 0,32 mm
Innendurchmesser
Bezugs-Firma Bestellnr. Verwendung
Varian Deutschland GmbH,
Darmstadt
MZ Analysentechnik, Mainz 250.3,1.1111.N
M-Plus Analytik mbH,
Bremen
Perkin Elmer LAS GmbH,
Rodgau
Macherey Nagel GmbH & Co
KG, Düren
Ionenchromatographie: Pumpe: zunächst
Zweikolben-Hochdruckpumpe Waters 510, später Waters GmbH, Eschborn,
Kontron Instruments 325 Systems,
Kontron AG, München,
Leitfähigkeitsdetektor Waters 410,
Shimadzu Deutschalnd
Chromatographierecorder CR6a von Shimadzu, GmbH, Duisburg, Vici Valco
Probenaufgabeventil und Probenschleife von
Valco
Instruments, Houston, USA
CS-Anionenchromatographiesäule, PRPX 100,
150 x 4 mm, Korngröße 10 µm
Vorsäulenkartusche
Liquid Szintillation Analyser Tri Carb-1600 TR
Radio-HPLC, Säule: CC (250x4 mm) Nucleodur
Sphina RP 5 µm
Verbrennungsanlage I-05/RP und D-02 GTE
Atomabsorptionsspektrometer (AAS) (Aanalyst
400 inkl. HGA 900 Graphite Furnace)
TOC-Messplatz: Cmat 550 PC,
Verbrennungseinrichtung I-05/RP,
Verbrennungseinheit D-03/GTE und
Auswertecomputer
anaerobe Coy-Kammer aus flexibler Vinyl-Folie
Typ A ungeheizt (Glovebox)
Spektralphotometer CADAS 200, LPG 392
Fluoreszenzmikroskop: Axiostar plus inkl.
Vorschaltgerät mbq 52ac für die Mikroskop-
Beleuchtungseinrichtung HBO 50W/AC, Filtersatz
01 (DAPI), Kamera Canon PowerShot G5 und
AxioVision-Auswerte-Software, Carl Zeiss,
Göttingen
Reinstwasseranlage Ultra Clear UV
Muffelofen Labortherm N-3/R,
Trockenschrank TV 29u
Überkopfschüttler, Heidolph Reax 20/8
BAKERBOND-SPE-Extraktionseinheit, Baker-spe-
12G
Membran-Vakuumpumpe Laboport N 820.3 A_18,
Neuberger
Sauerstoffmeßgerät OXI 92, inkl.
Sauerstoffelelktrode EO 90
Knick pH-Meter 766 Calimatic
Knick SE 10 pH/Pt 1000, pH-Elektrode
Ingold Redox-Elektrode, Pt 4805-S7
CS-Chromatographie Service
GmbH, Langerwehe
M-Plus Analytik mbH,
Bremen
Canberra-Packard, Frankfurt/
Main
Säule: Macherey-Nagel
GmbH & Co KG, Düren
Ströhlein Instruments (JUWE
Laborgeräte GmbH), Viersen
Perkin Elmer LAS GmbH,
Rodgau
Ströhlein GmbH & Co.,
Hamburg
COY Laboratory Products
Inc, bezogen über Toepffer
Lab Systems, Göppingen
Hach Lange GmbH,
Düsseldorf
LAT Labor- und Analysen-
Technik GmbH, Garbsen
SG Water USA LCC,
Nashua, USA
Naber GmbH & Co KG,
Bremen
Memmert GmbH & Co.KG,
Schwabach
Heidolph Instruments GmbH
& Co.KG, Schwabach
Mallinckrodt Baker
Deutschland, Griesheim
knf Neuberger GmbH,
Freiburg
-
flüssigchromatographische
Bestimmung der
PAK
Trennsäule für PAK-
Analytik
VK10. 3.0.1111 HPLC-Vorsäule
-
Art.-Nr. 723215
-
58458215
558405-582
-
-
-
-
gaschromatogra-phische
Bestimmung der BTEX
Trennsäule für BTEX-
Analytik
Anionen-Bestimmung
2- -
(SO4 ,NO3 )
Anionen-Bestimmung
2- -
(SO4 ,NO3 )
Messung der
radioaktiven Strahlung
Bestimmung der
radiochemischen
Reinheit
Verbrennung von
Sedimentproben zur
Bestimmung des
radioaktiven Anteils
Bestimmung der
Gesamteisengehalte
- TOC-Bestimmung
- anaerobes Arbeiten
- Küvettentests: Fe 2+ /Fe 3+
Filtersatz: 488001-
0000
2002
Fluoreszenz-mikroskopie
Herstellung v.
Reinstwasser für div.
Anwendungen
- Glühverlust
- TS-Bestimmung
- Sedimentextraktionen
701894
Festphaseextraktion,
SPE = Solid-Phase-
Extraction
N 820.3 A_18 Filtration, SPE
WTW GmbH, Weilheim - O 2-Messung
Knick, Elektronische
Messgeräte GmbH & Co.
KG, Berlin
Knick, Elektronische
Messgeräte GmbH & Co.
KG, Berlin
Ingold Messtechnik GmbH,
Steinbach
IC-Vorsäule
pH-Wert-Bestimmung,
Messung des
Redoxpotentials

Anhang A.3 Informationen zu Material und Methoden 140
Tabelle A.3–2: Glasgeräte, Chemikalien.
Glasgeräte + Zubehör
SIMAX-Gewindeflaschen (Laborflaschen) aus
Borosilikatglas nach ISO 4796-1, GL 45, versch.
Größen: 1Liter, 500 ml, 250 ml
Schraubverschkusskappen (PTFE-beschichte
Dichtung) und Ausgießringe (ETFE)
BOLA-Verschlüsse, Flaschenmehrfachverteiler,
PTFE, GL 45
10 ml Probenflaschen, Braunglas, inkl.
Schraubdeckel und PTFE-beschichteten
Dichtscheiben
8 ml Probenflaschen, inkl. Schraubdeckeln
Enghals-Standflaschen (1000 ml), Braunglas,
Glas-Stopfen,
20 ml Vials, Borosilikatglas, Rollrand
Bördelkappen
Butyl/PTFE-Septen
Zylindergläser, Klarglas, 100 ml
8 ml Probeflaschen
Dichtscheiben Sil/PTFE
Gewindeflaschen, 1,5 ml Klarglas
Glas-Vakuumfiltrationsgerät für 25 mm
Membranfilter, mit Glasfritte, Fassungsvermögen
30 ml, Sartorius, Göttingen
Chemikalien
Carl Roth, Karlsruhe
Carl Roth, Karlsruhe
BOHLENDER GmbH,
Waltersberg
M-Plus Analytik mbH,
Bremen
M-Plus Analytik mbH,
Bremen
VWR International,
Darmstadt
VWR International,
Darmstadt
VWR International,
Darmstadt
VWR International,
Darmstadt
VWR International,
Darmstadt
VWR International,
Darmstadt
M-Plus Analytik mbH,
Bremen
M-Plus Analytik mbH,
Bremen
X715.1/ X714.1/
X713.1
E694.1 und
N543.1
D 615-08
Flaschen: 60180
1010; Deckel:
3618S 2024
15-1762
218-1210
548-0104
548-3060
215-1871
548-1013
150823021
451100211
Schraubkappen für 14 C-
Mikrokosmen
Probenahmegefäße, für
PAK- und BTEX-Proben
Probenahmegefäße für
Eisenanalytik
Grundwasser-
Probenahme im Gelände
Probengefäße für
Sedimentproben
Probengefäße für
Eisenanalytik
Omnilab 5604204 Fluoreszenzmikros-kopie
Aceton > 99,5 %, zur Synthese Carl Roth, Karlsruhe 5025.6 Sedimentextraktionen
CarboSorb E Perkin Elmer, Groningen CO 2-Adsorption
14 C-Toluol
14 C-Naphthalin
14 C-Phenanthren
14 C-Pyren
DAPI (4',6-Diamidino-2-phenylin)
Sigma-Aldrich Chemie
GmbH, München
Sigma-Aldrich Chemie
GmbH, München
Amersham Biosciences,
Buckinghamshire, GB
Sigma-Aldrich Chemie
GmbH, München
Sigma-Aldrich Chemie
GmbH, München
-
-
-
-
D9542-5mg
Fluorochrom für die
Fluoreszezmikroskopie
Dichlormethan Rotisolv Carl Roth, Karlsruhe 7334.2 SPE-Probenaufbereitung
Ethanol, 70%, vergällt Carl Roth, Karlsruhe T913.2
Glutardialdehyd (25%ige Lösung in Wasser) zur
Synthese, 100 ml
VWR International,
Darmstadt
8.206.030.100
Oberflächendesinfektions
mittel
Fixieren von Zellen,
Vergiftungssubstanz
HEPES Pufferan 99,5% Carl Roth, Karlsruhe 9105.2 Fe 2+ -Analytik
Kaliumhydrogenphthalat Carl Roth, Karlsruhe P750.1 IC-Eluent
Methanol Rotisolv HPLC, gradient grade Carl Roth, Karlsruhe 7342.1 HPLC-Eluent
Natriumazid
VWR International,
Darmstadt
8.223.350.100 Vergiftungssubstanz
Natriumchlorid > 99,5% Carl Roth, Karlsruhe 9265.1 Sedimentextraktionen
Natrium-DL-Laktat
Sigma-Aldrich Chemie
GmbH, München
71720-5g Medienbestandteil
Natriummolybdat-Dihydrat
VWR International,
Darmstadt
1.065.210.100
Natriumsulfid-Nonahydrat
Sigma-Aldrich Chemie
GmbH, München
208043-5g Reduktionsmittel
N,N-Dimethylformamid, >99,8&, p.a. Carl Roth, Karlsruhe T921.1 Sedimentextraktion, SPE
Petroleumbenzin, 40-60 °C, reinst,
Szintillationscocktail Pico-Fluor TM 40,
VWR International,
Darmstadt
Canberra-Packard, Frankfurt/
Main
1017731000 Sedimentextraktionen
-
Gefäße für
Mikrokosmenversuche,
Extraktionsgefäße für
PAK-
Sedimentextraktionen
Mikrokosmengefäße für
"Vial-Mikrokosmen"
HPLC-Analysengefäße,
SO 4-Probengefäße
eingesetzte
Radiochemikalien
Messung der
radioaktiven Strahlung

Anhang A.3 Informationen zu Material und Methoden 141
Tabelle A.3–3: Standards, Gase, Sonstiges.
Standards
HC BTEX Mix, 2000 µg/ml
PAH-Mix 61-(US EPA 16)
Standard Naphthalin, 5000 µg/ml
Standard Acenaphthen, 200 µg/ml
Standard Fluoren, 200 µg/ml
Gase
Sigma-Aldrich Chemie
GmbH, München
Dr. Ehrenstorfer GmbH ,
Augsburg
Sigma-Aldrich Chemie
GmbH, München
Sigma-Aldrich Chemie
GmbH, München
Sigma-Aldrich Chemie
GmbH, München
47993
XA06100100AM
Supelco 40053
Supelco 48643
Supelco 48644
Standards für die BTEX-
Analytik
Formiergas 95/5, Gasgemisch: Wasserstoff 5
Vol%, Stickstoff 95 Vol%
Westfalen AG, Osnabrück - Glove-Box
Stickstoff 4.8: 99,998 Vol% N2 Westfalen AG, Osnabrück - GC
Druckluft, Gasgemisch aus 20/21 Vol% O2, Rest
N2 Westfalen AG, Osnabrück - GC
Wasserstoff 5.0: 99,999% H2 Westfalen AG, Osnabrück - GC
Sauerstoff 4,5: 99,995% O 2 Westfalen AG, Osnabrück -
Argon 4,6: 99,996 Vol% Ar Westfalen AG, Osnabrück -
Sonstiges
Szintillations-Vials aus Polypropylen
Gasreinigungskartusche "Big Traps 1/8´´, gefüllt
mit Drierite® und Molekularsieb 5A
Küvettentest Fe2+
Canberra-Packard, Frankfurt/
Main
Chemical Research
Supplies, Fairbanks
Hach LangeGmbH,
Düsseldorf
-
202260
Teststäbchen Quantofix, Eisen 100 Fe2+/Fe3+ Carl Roth, Karlsruhe L830.1
SPE-Kartuschen, Strata-x, 60 mg/ 3ml
PE-HD-Fässer mit Stadarddeckel und Spannring
Anaeroclip
Anaerotest
Anaerocult® A mini
Phenomenex Ltd.
Deutschland, Aschaffenburg
VWR International,
Darmstadt
Merck, VWR International,
Darmstadt
Merck, VWR International,
Darmstadt
Merck, VWR International,
Darmstadt
Begasung der aeroben
Ansätze
sauerstofffreies Gas zu
Begasen, z.B. in
Lagerungsfässern
Messung der
radioaktiven Strahlung
Gasreinigung:
Feuchtigkeit, Öl und
Staub
LCK320 Fe2+/Fe3+-Analytik
8B-S100-UBJ
2165654
1.142.260.001
1.142.260.001
1.151.120.001
PTFE-Gewindeband Carl Roth, Karlsruhe 1715.1
schwarzer Neclepore Membranfilter (Track-Etched
Membranes) von Whatman, Porengröße 0,2 µm,
Durchmesser 25 mm
VWR International,
Darmstadt
OPTI-FLOW-Filter, TF, 13 mm,0,20 µm Wicom Germany GmbH WIC 79120
Einmalspritzen, 5 ml
Objektträger
Deckgläser 24x32
Immersionsöl
ZEISS Immersol TM 518, Immersionsöl für die
Fluoreszenzmikroskopie
Netzmikrometer/ Okularstrichplatte, 12,5*12,5
mm, 10*10 Felder
VWR International,
Darmstadt
VWR International,
Darmstadt
VWR International,
Darmstadt
VWR International,
Darmstadt
Schnellbestimmung d.
Fe 2+ -Konzentrationen
SPE-Proben-vorbereitung
für PAK-Analytik
anaerobe Lagerung/
Inkubation von Proben
und Mikrokosmen
Verschluss für anaerobe
Inkubation
Überprüfung anaerober
Verhältnisse
Gasgeneratorsystem zur
Bebrütung von ein bis
vier Petrischalen in einer
anaeroben Atmosphäre
zusätzliche Abdichtung
der Schraubgewinde der
Mikrokosmen
515-2048 Fluoreszenz-mikroskopie
612-0109
631-9468
631-9479
1.046.990.100
Spritzenvorsatzfilter zur
Klär- und Sterilfiltration
Probenahme aus
Mikrokosmen, Filtration
Carl Zeiss, Göttingen 630-0340 Fluoreszenz-mikroskopie
LAT Labor- und Analysen-
Technik GmbH, Garbsen
4740680000000
Glasperlen 1,7-2,0 mm Durchmesser Carl Roth, Karlsruhe A556.1
Standards für die PAK-
Analytik
Mikroskopie
Auszählen der Zellen am
Fluoreszenz-mikroskop
Kompensation d. aus
Mikrokosmen
entnommenen
Probenvolumina

Anhang A.4 Ergebnisse Mikrokosmenversuche 142
A.4 Ergebnisse Mikrokosmenversuche
Tabelle A.4–1: Ergebnisse der mehrfachbeprobten Mikrokosmen mit Grundwasser und Sediment
- Probenahmestelle T9. Ergebnisse der Wasserphase (oben) und Ergebnisse der
Sedimentphase (unten) (MW und Stabw von zwei Parallelansätzen).
Mehrfachbeprobte Mikrokosmen mit Grundwasser und Sediment - Wasserphase
T9 Gesamtübersicht Wasser
Probenahme
Inkubationstag
Ansatz Parameter Einheit MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw
abbauaktiv Fe(II) [mg/l] 3,56 0,62 6,31 0,22 5,33 0,79 3,41 0,71 1,56 1,09 1,51 0,12 0,34 0,03
abbauaktiv Fe gesamt [mg/l] 7,15 0,12 5,66 0,98 6,24 1,80 3,42 0,67 2,13 0,21 1,07 0,04
vergiftet Fe gesamt [mg/l] 2,59 0,84 1,95 0,91 0,40 0,26 0,71 0,55 0,46 0,31 0,32 0,02 0,24 0,00
abbauaktiv SO 4 [mg/l] 384 1 374 0 353 1 357 4 291 25 326 33 343 15
vergiftet SO 4 [mg/l] 409 2 372 2 400 2 421 4 388 25 372 1 362 10
abbauaktiv Redox vs NHE [mV] 101 25 73 4 42 5 11 4 76 19 -46 30 109 100
vergiftet Redox vs NHE [mV] 113 6 120 5 142 4 92 17 179 11 -18 21 161 13
abbauaktiv Naphthalin [mg/l] 4,1337 0,5197 4,1314 0,3713 3,7583 0,1939 0,7646 0,2901 3,2775 n.b. 0,0078 0,0007 0,0037 0,0008
vergiftet Naphthalin [mg/l] 3,8941 0,2107 4,1119 0,3700 4,1303 0,2400 0,7989 0,2566 3,0262 0,3015 3,3919 0,0054 3,7100 0,0437
abbauaktiv Acenaphthen [mg/l] 0,0441 0,0079 0,0801 0,0243 0,0622 0,0091 0,0176 0,0064 0,0816 n.b. 0,0037 0,0009 0,0029 0,0001
vergiftet Acenaphthen [mg/l] 0,0502 0,0055 0,0575 0,0061 0,0631 0,0061 0,0162 0,0059 0,0601 0,0011 0,0875 0,0040 0,0726 0,0017
abbauaktiv Fluoren [mg/l] 0,0159 0,0015 0,0150 0,0017 0,0118 0,0001 0,0034 0,0009 0,0401 n.b. 0,0038 0,0001 0,0030 0,0003
vergiftet Fluoren [mg/l] 0,0233 0,0038 0,0139 0,0027 0,0125 0,0059 0,0033 0,0009 0,0184 0,0004 0,0173 0,0017 0,0298 0,0006
abbauaktiv Benzol [mg/l] 16,4005 0,3136 16,6701 0,8292 14,3005 0,3094 14,0490 0,6118 12,9501 n.b. 0,0000 0,0000 0,0143 0,0101
vergiftet Benzol [mg/l] 15,2764 0,9277 14,6393 1,2966 13,2851 0,0386 11,4868 0,8711 9,3746 0,4070 7,4766 1,4909 6,5651 0,0827
abbauaktiv Toluol [mg/l] 0,8265 0,0073 0,7893 0,0636 0,3815 0,1420 0,3223 0,0838 0,3296 n.b. 0,0307 0,0013 0,0350 0,0010
vergiftet Toluol [mg/l] 0,7563 0,0490 0,7341 0,0569 0,6625 0,0001 0,5628 0,0452 0,4766 0,0112 0,3878 0,0009 0,3130 0,0082
abbauaktiv Ethylbenzol [mg/l] 0,2670 0,0363 0,2830 0,0102 0,2673 0,0149 0,2536 0,0018 0,2233 n.b. 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000
vergiftet Ethylbenzol [mg/l] 0,3058 0,0130 0,2902 0,0124 0,2688 0,0003 0,2312 0,0097 0,1949 0,0024 0,0536 0,0069 0,0410 0,0012
abbauaktiv m-, p- Xylol [mg/l] 1,5555 0,0056 1,0823 0,1269 0,6899 0,0025 0,3767 0,0385 0,2450 n.b. 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000
vergiftet m-, p- Xylol [mg/l] 1,4245 0,0960 1,3665 0,0821 1,2552 0,0026 1,0822 0,0767 0,8921 0,0223 0,6625 0,0139 0,4933 0,0169
abbauaktiv o- Xylol [mg/l] 0,6446 0,0062 0,6285 0,0318 0,5549 0,0018 0,5721 0,0135 0,5332 n.b. 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000
vergiftet o- Xylol [mg/l] 0,5900 0,0330 0,5772 0,0288 0,5351 0,0087 0,4893 0,0288 0,4320 0,0088 0,3209 0,0053 0,2619 0,0110
als Ausreißer gewertete Messwerte
1. Probenahme 2. Probenahme
4 32
3. Probenahme 4. Probenahme
87 151
Mehrfachbeprobte Mikrokosmen mit Grundwasser und Sediment - Sedimentphase
T9 Gesamtübersicht Sediment
5. Probenahme
208
6. Probenahme
298
7. Probenahme
418
Probenahme 1.Probenahme 2. Probenahme 3. Probenahme 4. Probenahme 5. Probenahme 6. Probenahme 7. Probenahme
Inkubationstag
4 32 87
151 208 298 418
Ansatz Parameter Einheit MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw
abbauaktiv Naphthalin [mg/kg] 0,6659 0,0424 1,2365 0,1249 0,3316 0,0222 0,3419 0,0004 0,3811 0,2629 0,3622 0,2884 0,4170 0,4820
vergiftet Naphthalin [mg/kg] 0,4641 0,1002 0,8943 0,0993 0,3723 0,0399 0,2083 0,0008 0,6293 0,0990 0,7475 0,0883 0,3025 0,3085
abbauaktiv Acenaphthen [mg/kg] 0,1030 0,0237 0,1291 0,0151 0,0735 0,0041 0,0656 0,0058 0,0973 0,0082 0,0868 0,0230 0,0540 0,0511
vergiftet Acenaphthen [mg/kg] 0,0868 0,0156 0,0965 0,0005 0,0781 0,0041 0,0573 0,0015 0,0985 0,0151 0,0972 0,0138 0,0388 0,0228
abbauaktiv Fluoren [mg/kg] 0,0467 0,0092 0,0779 0,0291 0,0543 0,0183 0,0373 0,0001 0,0745 0,0098 0,0801 0,0018 0,0536 0,0477
vergiftet Fluoren [mg/kg] 0,0456 0,0008 0,0471 0,0135 0,0491 0,0025 0,0268 0,0022 0,0707 0,0079 0,0875 0,0181 0,0402 0,0209
abbauaktiv Phenanthren [mg/kg] 0,0081 0,0095 0,0156 0,0012 0,0067 0,0038 0,0088 0,0005 0,0630 0,0084 0,1174 0,0855 0,0067 0,0030
vergiftet Phenanthren [mg/kg] 0,0010 0,0005 0,0137 0,0010 0,0083 0,0045 0,0118 0,0056 0,0564 0,0075 0,1177 0,0809 0,0074 0,0005
abbauaktiv Anthracen [mg/kg] n.b. n.b. 0,0054 n.b. 0,0030 0,0000 0,0019 0,0002 0,0120 0,0050 0,0091 0,0008 n.b. n.b.
vergiftet Anthracen [mg/kg] n.b. n.b. 0,0036 0,0007 0,0033 0,0008 0,0017 0,0000 0,0076 0,0040 0,0093 0,0012 n.b. n.b.
abbauaktiv Fluoranthen [mg/kg] n.b. n.b. 0,0022 n.b. 0,0010 0,0000 n.b. n.b. 0,0208 0,0193 0,0071 n.b. n.b. n.b.
vergiftet Fluoranthen [mg/kg] n.b. n.b. 0,0012 0,0012 0,0014 0,0000 n.b. n.b. 0,0073 n.b. 0,0071 n.b. 0,0010 n.b.
abbauaktiv Pyren [mg/kg] n.b. n.b. 0,0050 n.b. 0,0049 0,0002 n.b. n.b. 0,0318 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
vergiftet Pyren [mg/kg] n.b. n.b. 0,0014 n.b. 0,0048 0,0009 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Benzo(a)anthracen [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. 0,0230 n.b. 0,0029 0,0026 0,0009 0,0001
vergiftet Benzo(a)anthracen [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. 0,0014 n.b. 0,0007 0,0000
abbauaktiv Chrysen [mg/kg] 0,0014 n.b. 0,0021 0,0009 0,0017 0,0004 n.b. n.b. 0,0098 0,0110 0,0080 0,0055 0,0035 0,0002
vergiftet Chrysen [mg/kg] 0,0012 0,0002 0,0015 0,0002 0,0019 0,0003 n.b. n.b. 0,0024 0,0005 0,0025 0,0007 0,0025 0,0002
abbauaktiv Benzo(b)fluoranthen [mg/kg] n.b. n.b. 0,0038 0,0009 n.b. n.b. 0,0020 n.b. 0,0189 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
vergiftet Benzo(b)fluoranthen [mg/kg] n.b. n.b. 0,0034 0,0005 0,0027 n.b. 0,0010 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Benzo(k)fluoranthen [mg/kg] n.b. n.b. 0,0004 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. 0,0064 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
vergiftet Benzo(k)fluoranthen [mg/kg] n.b. n.b. 0,0003 0,0000 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Benzo(a)pyren [mg/kg] n.b. n.b. 0,0005 0,0002 0,0005 0,0002 n.b. n.b. 0,0142 n.b. 0,0010 n.b. 0,0008 n.b.
vergiftet Benzo(a)pyren [mg/kg] n.b. n.b. 0,0005 0,0002 0,0003 0,0000 n.b. n.b. 0,0007 n.b. 0,0007 n.b. 0,0003 n.b.
abbauaktiv Dibenz(ah)anthracen [mg/kg] n.b. n.b. 0,0031 0,0014 0,0023 0,0007 0,0003 n.b. 0,0172 n.b. n.b. n.b. 0,0039 n.b.
vergiftet Dibenz(ah)anthracen [mg/kg] n.b. n.b. 0,0019 0,0012 0,0024 0,0010 0,0003 0,0000 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Benzo(ghi )perylen [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
vergiftet Benzo(ghi )perylen [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. 0,0017 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Indeno(1,2,3-cd)pyren [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
vergiftet Indeno(1,2,3-cd)pyren [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Summe PAK [mg/kg] 0,8244 0,0648 1,4752 0,1760 0,4797 0,0025 0,4567 0,0070 0,7143 0,1584 0,6704 0,2392 0,5381 0,5804
vergiftet Summe PAK [mg/kg] 0,5987 0,1158 1,0647 0,1176 0,5232 0,0370 0,3075 0,0120 0,8688 0,1376 1,0663 0,1675 0,3928 0,3514

Anhang A.4 Ergebnisse Mikrokosmenversuche 143
Tabelle A.4–2: Ergebnisse der mehrfachbeprobten Mikrokosmen mit Grundwasser und Sediment
- Probenahmestelle T10. Ergebnisse der Wasserphase (oben) und Ergebnisse der
Sedimentphase (unten) (MW und Stabw von zwei Parallelansätzen).
Mehrfachbeprobte Mikrokosmen mit Grundwasser und Sediment - Wasserphase
T10 Gesamtübersicht Wasser
Probenahme
Inkubationstag
Ansatz Parameter Einheit MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw
abbauaktiv Fe(II) [mg/l] 1,48 0,47 5,95 0,31 9,58 0,20 14,70 2,04 7,36 7,97 5,96 6,51 3,68 3,78
abbauaktiv Fe gesamt [mg/l] n.b. n.b. 6,48 0,08 11,11 0,49 16,56 0,36 10,40 13,56 10,72 13,28 5,78 6,40
vergiftet Fe gesamt [mg/l] 1,83 0,29 1,70 0,21 0,49 0,05 0,66 0,12 0,40 0,29 0,33 0,04 0,21 0,01
abbauaktiv SO 4 [mg/l] 468 1 592 2 625 3 674 2 587 8 642 16 682 56
vergiftet SO 4 [mg/l] 477 3 527 14 561 14 581 16 527 5 538 5 557 20
abbauaktiv Redox vs NHE [mV] 121 1 118 3 110 2 69 0 93 1 -5 2 92 103
vergiftet Redox vs NHE [mV] 109 1 125 14 140 3 103 8 112 4 13 18 125 27
abbauaktiv Naphthalin [mg/l] 1,1266 0,0850 0,7946 0,0464 0,3542 0,0596 0,0040 0,0022 0,0082 0,0034 0,0089 0,0048 0,0107 0,0078
vergiftet Naphthalin [mg/l] 1,2524 0,0507 0,9487 0,0570 0,5665 0,1869 0,1389 0,0040 0,7673 0,0080 0,7380 0,0623 0,7079 0,1059
abbauaktiv Acenaphthen [mg/l] 0,1150 0,0205 0,0552 0,0041 0,0325 0,0029 0,0077 0,0001 0,0241 0,0247 0,0076 0,0092 0,0050 0,0053
vergiftet Acenaphthen [mg/l] 0,1419 0,0116 0,0807 0,0106 0,0475 0,0099 0,0106 0,0005 0,0547 0,0008 0,0502 0,0047 0,0519 0,0075
abbauaktiv Fluoren [mg/l] 0,0428 0,0071 0,0181 0,0006 0,0066 0,0002 0,0018 0,0001 0,0052 0,0040 0,0023 0,0017 0,0014 0,0010
vergiftet Fluoren [mg/l] 0,0489 0,0023 0,0257 0,0029 0,0108 0,0037 0,0018 0,0010 0,0169 0,0000 0,0166 0,0051 0,0126 0,0030
abbauaktiv Benzol [mg/l] 3,3411 0,4686 2,8943 0,3180 2,4522 0,2107 1,7769 0,2361 0,0552 0,0087 0,0171 0,0242 0,0052 0,0073
vergiftet Benzol [mg/l] 3,9860 0,2437 3,1987 0,0250 2,8854 0,1250 2,9126 0,0272 2,6129 0,0486 2,1068 0,0743 1,4329 0,4590
abbauaktiv Toluol [mg/l] 0,0681 0,0013 0,0658 0,0003 0,0578 0,0011 0,0563 0,0006 0,0478 0,0000 0,0321 0,0017 0,0337 0,0013
vergiftet Toluol [mg/l] 0,0704 0,0011 0,0670 0,0006 0,0625 0,0011 0,0618 0,0001 0,0586 0,0002 0,0424 0,0008 0,0414 0,0004
abbauaktiv Ethylbenzol [mg/l] 0,1180 0,0055 0,1441 0,0054 0,1391 0,0011 0,1183 0,0009 0,0925 0,0112 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000
vergiftet Ethylbenzol [mg/l] 0,2053 0,0071 0,1706 0,0033 0,1655 0,0059 0,1503 0,0016 0,1331 0,0026 0,0070 0,0008 0,0004 0,0006
abbauaktiv m-, p- Xylol [mg/l] 0,1500 0,0069 0,1270 0,0004 0,1098 0,0001 0,0892 0,0020 0,0783 0,0013 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000
vergiftet m-, p- Xylol [mg/l] 0,1517 0,0052 0,1309 0,0028 0,1278 0,0016 0,1142 0,0001 0,1013 0,0010 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000
abbauaktiv o- Xylol [mg/l] 0,1365 0,0057 0,1112 0,0001 0,1024 0,0025 0,0991 0,0031 0,0728 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000
vergiftet o- Xylol [mg/l] 0,1393 0,0029 0,1165 0,0023 0,1101 0,0037 0,1115 0,0029 0,1116 0,0029 0,0000 0,0000 0,0267 0,0001
als Ausreißer gewertete Messwerte
1. Probenahme 2. Probenahme 3. Probenahme 4. Probenahme 5. Probenahme
4 32 87 151
208
Mehrfachbeprobte Mikrokosmen mit Grundwasser und Sediment - Sedimentphase
T10 Gesamtübersicht Sediment
6. Probenahme
298
7. Probenahme
418
Probenahme 1.Probenahme 2. Probenahme 3. Probenahme 4. Probenahme 5. Probenahme 6. Probenahme 7. Probenahme
Inkubationstag
4 32 87
151
208 298 418
Ansatz Parameter Einheit MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw
abbauaktiv Naphthalin [mg/kg] 0,3486 0,0192 0,6753 0,1202 0,3599 0,0447 0,0920 0,0346 0,1040 0,0020 0,0551 0,0154 0,0366 0,0011
vergiftet Naphthalin [mg/kg] 0,3666 0,0792 0,6226 0,3274 0,6261 0,1833 0,3961 0,1084 0,6502 0,2714 0,7698 0,0388 0,5240 0,1745
abbauaktiv Acenaphthen [mg/kg] 0,2914 0,0086 0,3265 0,0159 0,2297 0,0280 0,2481 0,0562 0,4320 0,0288 0,3142 0,1087 0,1558 0,0944
vergiftet Acenaphthen [mg/kg] 0,2358 0,0063 0,2651 0,0554 0,3130 0,0418 0,1919 0,0112 0,3335 0,0326 0,2978 0,0167 0,2383 0,0606
abbauaktiv Fluoren [mg/kg] 0,2980 0,0334 0,1813 0,0122 0,1752 0,0168 0,0609 0,0138 0,2126 0,0024 0,1918 0,0479 0,0724 0,0233
vergiftet Fluoren [mg/kg] 0,2126 0,0205 0,1497 0,0457 0,2243 0,0355 0,0649 0,0069 0,1573 0,0416 0,1597 0,0181 0,1375 0,0239
abbauaktiv Phenanthren [mg/kg] 0,0027 0,0010 0,0188 0,0186 0,0071 0,0035 0,0164 0,0192 0,0423 0,0423 0,1985 0,0069 0,0126 0,0034
vergiftet Phenanthren [mg/kg] 0,0027 0,0007 0,0280 0,0000 0,0181 0,0044 0,0216 0,0006 0,0934 0,0352 0,0989 0,1049 0,0198 0,0041
abbauaktiv Anthracen [mg/kg] 0,0024 n.b. 0,0045 n.b. 0,0029 0,0019 0,0037 n.b. 0,0076 0,0005 0,0109 0,0016 0,0020 n.b.
vergiftet Anthracen [mg/kg] 0,0025 0,0001 0,0044 0,0015 0,0052 0,0005 0,0029 0,0003 0,0087 0,0019 0,0060 0,0047 0,0032 0,0008
abbauaktiv Fluoranthen [mg/kg] n.b. n.b. 0,0011 n.b. 0,0013 0,0003 n.b. n.b. 0,0073 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
vergiftet Fluoranthen [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. 0,0042 n.b. 0,0011 n.b. 0,0089 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Pyren [mg/kg] n.b. n.b. 0,0007 n.b. 0,0026 0,0002 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
vergiftet Pyren [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Benzo(a)anthracen [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. 0,0014 0,0000 0,0008 0,0003
vergiftet Benzo(a)anthracen [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. 0,0010 0,0000 0,0010 0,0000
abbauaktiv Chrysen [mg/kg] 0,0014 0,0000 0,0009 0,0002 0,0007 n.b. n.b. n.b. 0,0017 n.b. n.b. n.b. 0,0017 0,0005
vergiftet Chrysen [mg/kg] 0,0009 0,0003 0,0007 n.b. 0,0015 n.b. n.b. n.b. 0,0042 0,0039 n.b. n.b. 0,0020 n.b.
abbauaktiv Benzo(b)fluoranthen [mg/kg] n.b. n.b. 0,0024 0,0004 n.b. n.b. 0,0007 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
vergiftet Benzo(b)fluoranthen [mg/kg] 0,0014 n.b. 0,0024 0,0008 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Benzo(k)fluoranthen [mg/kg] 0,0014 0,0005 0,0025 0,0007 0,0015 n.b. n.b. n.b. 0,0016 0,0002 n.b. n.b. n.b. n.b.
vergiftet Benzo(k)fluoranthen [mg/kg] 0,0018 0,0016 0,0018 0,0015 0,0022 n.b. n.b. n.b. 0,0015 0,0009 n.b. n.b. 0,0007 n.b.
abbauaktiv Benzo(a)pyren [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
vergiftet Benzo(a)pyren [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. 0,0008 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Dibenz(ah)anthracen [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. 0,0024 n.b.
vergiftet Dibenz(ah)anthracen [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Benzo(ghi )perylen [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
vergiftet Benzo(ghi )perylen [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Indeno(1,2,3-cd)pyren [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
vergiftet Indeno(1,2,3-cd)pyren [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Summe PAK [mg/kg] 0,9446 0,0225 1,2108 0,1243 0,7798 0,0830 0,4196 0,0290 0,8046 0,0034 0,7718 0,1498 0,2823 0,1212
vergiftet Summe PAK [mg/kg] 0,8235 0,1063 1,0743 0,4328 1,1907 0,2622 0,6783 0,1143 1,2531 0,3071 1,3332 0,1832 0,9252 0,2619

Anhang A.4 Ergebnisse Mikrokosmenversuche 144
Tabelle A.4–3: Ergebnisse der mehrfachbeprobten Mikrokosmen mit Grundwasser und Sediment
- Probenahmestelle T14. Ergebnisse der Wasserphase (oben) und Ergebnisse der
Sedimentphase (unten) (MW und Stabw von zwei Parallelansätzen).
Mehrfachbeprobte Mikrokosmen mit Grundwasser und Sediment - Wasserphase
T14 Gesamtübersicht Wasser
Probenahme
1. Probenahme 2. Probenahme 3. Probenahme 4. Probenahme 5. Probenahme 6. Probenahme 7. Probenahme
Inkubationstag 4 32
87 151
208
298
418
Ansatz Parameter Einheit MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw
abbauaktiv Fe(II) [mg/l] 2,90 0,39 27,68 1,08 27,43 1,34 21,45 3,43 10,48 0,83 6,90 2,10 3,23 0,52
abbauaktiv Fe gesamt [mg/l] n.b. n.b. 18,62 1,60 19,14 1,38 15,06 6,94 14,95 1,65 12,21 4,24 6,06 0,26
vergiftet Fe gesamt [mg/l] 1,90 0,77 2,42 0,23 0,78 0,16 1,58 1,18 0,68 0,17 0,87 0,70 0,23 0,02
abbauaktiv SO4 [mg/l] 581 8 645 2 668 4 688 4 517 9 550 15 472 8
vergiftet SO4 [mg/l] 604 17 593 10 616 11 623 29 581 19 599 12 550 35
abbauaktiv Redox vs NHE [mV] 109 6 45 1 39 0 26 4 46 4 -71 2 2 11
vergiftet Redox vs NHE [mV] 128 8 113 5 109 8 79 12 92 11 -36 45 71 9
abbauaktiv Naphthalin [mg/l] 3,8761 0,3502 2,6404 0,0616 2,0970 0,0952 0,3247 0,1557 1,5516 0,0082 1,3805 0,0977 1,1212 0,1327
vergiftet Naphthalin [mg/l] 3,7726 0,0130 3,2565 0,1715 2,8804 0,1898 0,6921 0,0501 2,5979 n.b. 2,9552 0,2618 2,7854 0,2275
abbauaktiv Acenaphthen [mg/l] 0,0294 0,0336 0,0148 0,0006 0,0328 0,0013 0,0062 0,0021 0,0310 0,0002 0,0342 0,0029 0,0314 0,0003
vergiftet Acenaphthen [mg/l] 0,0056 0,0031 0,0141 0,0055 0,0161 0,0087 0,0055 0,0018 0,0208 n.b. 0,0334 0,0133 0,0240 0,0075
abbauaktiv Fluoren [mg/l] n.b. n.b. 0,0107 0,0004 0,0040 0,0007 0,0019 0,0009 0,0065 0,0004 0,0090 0,0016 0,0062 0,0009
vergiftet Fluoren [mg/l] n.b. n.b. 0,0116 0,0015 0,0104 0,0025 0,0026 0,0001 0,0113 n.b. 0,0158 0,0061 0,0082 0,0037
abbauaktiv Benzol [mg/l] 13,8382 2,0693 12,5569 1,7141 10,2958 1,1069 9,7796 1,0695 8,9924 0,9407 5,4938 1,6659 2,6174 3,4186
vergiftet Benzol [mg/l] 14,7505 0,2526 13,4783 0,1414 10,8710 0,2121 9,7804 0,6901 9,4430 0,2290 6,7195 0,4499 5,6622 0,8043
abbauaktiv Toluol [mg/l] 10,1321 1,5418 1,8432 0,0967 0,3133 0,0251 0,2701 0,0225 0,2114 0,0176 0,1341 0,0088 0,0754 0,0284
vergiftet Toluol [mg/l] 10,8028 0,4150 9,5755 0,3221 7,6937 0,1803 6,7112 0,3051 6,5672 0,0004 5,4961 0,1603 4,4235 0,2201
abbauaktiv Ethylbenzol [mg/l] 0,2521 0,0264 0,2543 0,0183 0,2208 0,0082 0,2085 0,0146 0,1871 0,0118 0,0457 0,0132 0,0126 0,0178
vergiftet Ethylbenzol [mg/l] 0,2973 0,0153 0,2713 0,0073 0,2312 0,0074 0,2075 0,0086 0,2009 0,0015 0,0692 0,0029 0,0524 0,0075
abbauaktiv m-, p- Xylol [mg/l] 2,5812 0,3707 2,1822 0,2881 1,6591 0,1638 0,6016 0,1039 0,5158 0,0349 0,2988 0,0646 0,1871 0,0802
vergiftet m-, p- Xylol [mg/l] 2,6749 0,1962 2,3254 0,1510 1,9022 0,0940 1,6967 0,0463 1,6741 0,0233 1,3516 0,0344 1,1104 0,0639
abbauaktiv o- Xylol [mg/l] 0,8135 0,1063 0,7169 0,0814 0,6011 0,0427 0,5894 0,0495 0,5534 0,0346 0,3972 0,0696 0,3323 0,0705
vergiftet o- Xylol [mg/l] 0,8491 0,0569 0,7622 0,0458 0,6422 0,0308 0,6008 0,0105 0,6068 0,0074 0,4790 0,0115 0,4163 0,0156
als Ausreißer gewertete Messwerte
Mehrfachbeprobte Mikrokosmen mit Grundwasser und Sediment - Sedimentphase
T14 Gesamtübersicht Sediment
Probenahme
1.Probenahme 2. Probenahme 3. Probenahme 4. Probenahme 5. Probenahme 6. Probenahme 7. Probenahme
Inkubationstag
4 32 87
151 208 298 418
Ansatz Parameter Einheit MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw
abbauaktiv Naphthalin [mg/kg] 1,2248 0,1718 3,1576 0,4875 0,9428 0,0816 1,0587 0,5432 2,4044 0,0571 2,9222 0,0871 2,5386 0,1870
vergiftet Naphthalin [mg/kg] 1,4249 0,1725 3,2727 0,3616 0,3909 0,1921 0,9251 0,0194 1,3340 0,5324 2,6200 0,2247 1,7700 0,3541
abbauaktiv Acenaphthen [mg/kg] 0,1446 0,0322 0,0901 0,0109 0,1227 0,0042 0,1186 0,0043 0,3834 0,0192 0,1503 0,0071 0,1649 0,0059
vergiftet Acenaphthen [mg/kg] 0,1452 0,0363 0,1117 0,0211 0,0792 0,0176 0,0936 0,0091 0,1141 0,0317 0,1099 0,0093 0,0698 0,0062
abbauaktiv Fluoren [mg/kg] 0,0755 0,0194 0,1212 0,0204 0,0521 0,0113 0,0793 0,0056 0,1417 0,0135 0,1597 0,0052 0,1462 0,0119
vergiftet Fluoren [mg/kg] 0,1254 0,0604 0,1455 0,0079 0,0522 0,0257 0,0732 0,0150 0,1001 0,0486 0,1576 0,0303 0,1077 0,0272
abbauaktiv Phenanthren [mg/kg] 0,0122 0,0083 0,1744 0,0129 0,1658 0,0069 0,1324 0,0028 0,3303 0,0148 0,2647 0,0068 0,1536 0,0077
vergiftet Phenanthren [mg/kg] 0,0110 0,0064 0,1712 0,0345 0,1188 0,0382 0,1132 0,0353 0,1349 0,0597 0,2666 0,0321 0,0992 0,0106
abbauaktiv Anthracen [mg/kg] 0,0067 n.b. 0,0256 0,0138 0,0297 0,0041 0,0221 0,0002 0,0408 0,0033 0,0424 0,0030 0,0419 0,0102
vergiftet Anthracen [mg/kg] 0,0057 n.b. 0,0241 0,0050 0,0300 0,0118 0,0296 0,0124 0,0395 0,0012 0,0435 0,0012 0,0293 0,0040
abbauaktiv Fluoranthen [mg/kg] 0,1146 0,0082 0,1361 0,0017 0,1186 0,0138 0,0885 0,0075 0,1031 0,0160 0,1037 0,0134 0,1130 0,0216
vergiftet Fluoranthen [mg/kg] 0,1358 0,0044 0,1463 0,0382 0,0934 0,0129 0,0821 0,0163 0,0854 0,0183 0,0953 0,0175 0,0857 0,0240
abbauaktiv Pyren [mg/kg] 0,0666 0,0049 0,0830 0,0058 0,0775 0,0188 0,0520 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
vergiftet Pyren [mg/kg] 0,0815 0,0051 0,0861 0,0388 0,0636 0,0149 0,0467 0,0234 0,0665 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Benzo(a)anthracen [mg/kg] 0,0254 0,0058 0,0299 0,0007 0,0203 0,0037 0,0159 n.b. 0,0237 0,0042 0,0256 0,0017 0,0267 0,0101
vergiftet Benzo(a)anthracen [mg/kg] 0,0273 0,0010 0,0329 0,0133 0,0230 0,0066 0,0429 0,0293 0,0228 0,0078 0,0251 0,0067 0,0213 0,0064
abbauaktiv Chrysen [mg/kg] 0,0278 0,0043 0,0352 0,0014 0,0235 n.b. n.b. n.b. 0,0269 0,0039 0,0268 0,0025 0,0284 0,0125
vergiftet Chrysen [mg/kg] 0,0307 0,0010 0,0383 0,0141 n.b. n.b. n.b. n.b. 0,0261 0,0067 0,0276 0,0065 0,0200 0,0101
abbauaktiv Benzo(b)fluoranthen [mg/kg] 0,0340 0,0003 0,0381 0,0000 0,0362 0,0050 n.b. n.b. 0,0314 0,0055 0,0277 0,0041 0,0204 0,0051
vergiftet Benzo(b)fluoranthen [mg/kg] 0,0412 0,0058 0,0457 0,0221 0,0321 0,0117 0,0825 n.b. 0,0313 0,0127 0,0271 0,0149 0,0170 0,0040
abbauaktiv Benzo(k)fluoranthen [mg/kg] 0,0154 0,0015 0,0216 0,0013 0,0165 0,0046 0,0243 0,0018 0,0138 0,0022 0,0129 0,0015 0,0142 0,0077
vergiftet Benzo(k)fluoranthen [mg/kg] 0,0189 0,0029 0,0235 0,0127 0,0143 0,0055 0,0574 0,0345 0,0152 0,0066 0,0141 0,0060 0,0111 0,0091
abbauaktiv Benzo(a)pyren [mg/kg] 0,0080 0,0024 0,0090 0,0005 0,0069 0,0015 0,0100 0,0007 0,0077 0,0017 0,0053 0,0012 0,0034 0,0024
vergiftet Benzo(a)pyren [mg/kg] 0,0091 0,0005 0,0098 0,0046 0,0068 0,0027 0,0318 0,0244 0,0068 0,0034 0,0061 0,0034 0,0036 0,0033
abbauaktiv Dibenz(ah)anthracen [mg/kg] 0,0167 0,0019 0,0303 0,0006 0,0190 n.b. 0,0052 0,0006 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
vergiftet Dibenz(ah)anthracen [mg/kg] 0,0240 0,0038 0,0307 0,0170 0,0245 n.b. 0,0125 0,0076 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Benzo(ghi )perylen [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
vergiftet Benzo(ghi )perylen [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. 0,0020 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Indeno(1,2,3-cd)pyren [mg/kg] n.b. n.b. 0,0258 0,0003 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
vergiftet Indeno(1,2,3-cd)pyren [mg/kg] n.b. n.b. 0,0274 0,0133 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Summe PAK [mg/kg] 1,7690 0,0778 3,9780 0,5196 1,6102 0,0243 1,5730 0,5187 3,5072 0,1145 3,7412 0,1232 3,2512 0,1276
vergiftet Summe PAK [mg/kg] 2,0777 0,0809 4,1659 0,5252 0,9176 0,1885 1,5494 0,1808 1,9433 0,5688 3,3928 0,2402 2,2348 0,3835

Anhang A.4 Ergebnisse Mikrokosmenversuche 145
Tabelle A.4–4: Ergebnisse der einfachbeprobten Mikrokosmen mit Grundwasser und Sediment –
Probenahmestelle T9 (MW und Stabw von zwei Parallelansätzen).
Einfachbeprobte Mikrokosmen mit Grundwasser und Sediment - Gesamtextrakte
T9 Gesamtübersicht Totalextraktion
Probenahme
1. Probenahme 2. Probenahme 3. Probenahme 4. Probenahme 5. Probenahme
6. Probenahme 8. Probenahme 9. Probenahme
Inkubationstag
5 32
89 151
215
301
432
502
Ansatz Parameter Einheit MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw
abbauaktiv Fe(II) [mg/kg] 10,00 0,00 10,00 0,00 7,50 0,00 6,25 1,77 7,50 0,00 8,75 1,77 8,75 1,77 7,5 0,0
vergiftet Fe(II) [mg/kg] 10,00 0,00 6,25 1,77 2,00 0,00 0,50 0,71 1,00 0,00 0,50 0,71 0,00 0,00 0,0 0,0
abbauaktiv SO4 [mg/kg] 408 1 382 1 364 5 328 37 304 17 345 11 308 4 352 7
vergiftet SO4 [mg/kg] 436 2 409 3 451 29 450 11 385 10 425 10 387 2 428 6
abbauaktiv Naphthalin [mg/kg] 1,6838 0,0903 0,9466 0,2214 1,4008 0,7178 1,6626 0,1705 1,0016 0,1121 0,9773 0,1642 0,6935 0,0152 1,2460 0,0526
vergiftet Naphthalin [mg/kg] 1,9593 0,5633 1,0737 0,0178 1,6618 0,1344 1,6792 0,0271 0,9772 n.b. 0,8949 0,2792 1,5520 0,1520 1,4990 0,1957
abbauaktiv Acenaphthen [mg/kg] 0,0793 0,0039 0,0779 0,0058 0,0502 0,0011 0,0903 0,0308 0,0540 0,0048 0,0732 0,0114 0,0794 0,0051 0,0790 0,0033
vergiftet Acenaphthen [mg/kg] 0,0626 0,0057 0,0804 0,0021 0,0680 0,0118 0,0746 0,0063 0,0544 n.b. 0,0665 0,0036 0,0735 0,0038 0,0815 0,0089
abbauaktiv Fluoren [mg/kg] 0,0799 0,0078 0,0256 0,0010 0,0500 0,0165 0,0604 0,0228 0,0227 0,0012 0,0404 0,0057 0,0538 0,0118 0,0521 0,0112
vergiftet Fluoren [mg/kg] 0,0491 0,0078 0,0330 0,0029 0,0446 0,0011 0,0722 0,0006 0,0240 n.b. 0,0443 0,0039 0,0617 0,0035 0,0572 0,0018
abbauaktiv Phenanthren [mg/kg] n.b. n.b. 0,0091 0,0006 0,0062 0,0023 0,0294 0,0196 0,0085 0,0024 0,0184 0,0004 0,0075 0,0013 0,0057 0,0001
vergiftet Phenanthren [mg/kg] 0,0370 n.b. 0,0097 0,0003 0,0065 0,0032 0,0380 0,0012 0,0057 n.b. 0,0201 0,0011 0,0070 0,0011 0,0077 0,0000
abbauaktiv Anthracen [mg/kg] n.b. n.b. 0,0009 n.b. 0,0024 n.b. 0,0007 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
vergiftet Anthracen [mg/kg] n.b. n.b. 0,0009 n.b. 0,0011 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Fluoranthen [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
vergiftet Fluoranthen [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Pyren [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
vergiftet Pyren [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Benzo(a)anthracen [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
vergiftet Benzo(a)anthracen [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Chrysen [mg/kg] n.b. n.b. 0,0005 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
vergiftet Chrysen [mg/kg] n.b. n.b. 0,0004 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Benzo(b)fluoranthen [mg/kg] n.b. n.b. 0,0009 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
vergiftet Benzo(b)fluoranthen [mg/kg] n.b. n.b. 0,0013 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Benzo(k)fluoranthen [mg/kg] n.b. n.b. 0,0005 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
vergiftet Benzo(k)fluoranthen [mg/kg] n.b. n.b. 0,0004 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Benzo(a)pyren [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
vergiftet Benzo(a)pyren [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Dibenz(ah)anthracen [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
vergiftet Dibenz(ah)anthracen [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Benzo(ghi )perylen [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
vergiftet Benzo(ghi )perylen [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Indeno(1,2,3-cd)pyren [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
vergiftet Indeno(1,2,3-cd)pyren [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Summe PAK [mg/kg] 1,8430 0,1020 1,0619 0,2287 1,5083 0,7374 1,8431 0,2431 1,0869 0,1037 1,1093 0,1817 0,8341 0,0333 1,3829 0,0379
vergiftet Summe PAK [mg/kg] 2,1080 0,5768 1,2000 0,0231 1,7813 0,1490 1,8640 0,0189 1,0613 n.b. 1,0258 0,2878 1,6942 0,1534 1,6454 0,1886

Anhang A.4 Ergebnisse Mikrokosmenversuche 146
Tabelle A.4–5: Ergebnisse der einfachbeprobten Mikrokosmen mit Grundwasser und Sediment -
Probenahmestelle T10 (MW und Stabw von zwei Parallelansätzen).
Einfachbeprobte Mikrokosmen mit Grundwasser und Sediment - Gesamtextrakte
T10 Gesamtübersicht Totalextraktion
Probenahme
1. Probenahme 2. Probenahme 3. Probenahme 4. Probenahme 5. Probenahme
6. Probenahme 8. Probenahme 9. Probenahme
Inkubationstag
5 32
89 151
215
301
432
502
Ansatz Parameter Einheit MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw
abbauaktiv Fe(II) [mg/kg] 20,00 0,00 20,00 0,00 20,00 0,00 25,00 0,00 37,50 0,00 43,75 8,84 25,00 0,00 25,0 0,0
vergiftet Fe(II) [mg/kg] 10,00 0,00 10,00 0,00 7,50 0,00 5,50 2,83 6,25 1,77 7,50 0,00 1,75 2,47 2,8 1,1
abbauaktiv SO4 [mg/kg] 535 12 493 8 514 2 571 34 558 35 478 48 422 62 445 16
vergiftet SO4 [mg/kg] 532 6 528 3 558 2 615 10 654 120 499 10 437 41 500 29
abbauaktiv Naphthalin [mg/kg] 1,4577 0,0868 0,6310 0,0009 0,5587 0,0088 0,0394 0,0071 0,0250 n.b. 0,0408 0,0015 0,0241 0,0049 0,0139 0,0016
vergiftet Naphthalin [mg/kg] 1,3566 0,2921 0,6306 0,0099 0,6328 0,0383 0,4954 0,2117 0,2660 0,0296 0,2943 0,0031 0,5850 0,1218 0,5860 0,1128
abbauaktiv Acenaphthen [mg/kg] 0,1711 0,0354 0,2025 0,0386 0,1867 0,0196 0,1632 0,0336 0,1243 0,0144 0,2054 0,0270 0,2375 0,0847 0,1954 0,0352
vergiftet Acenaphthen [mg/kg] 0,1410 0,0110 0,2171 0,0255 0,2156 0,0044 0,1580 0,0016 0,0894 0,0051 0,1835 0,0330 0,2222 0,0064 0,2388 0,0055
abbauaktiv Fluoren [mg/kg] 0,2331 0,0395 0,1460 0,0218 0,0861 0,0223 0,1015 0,0339 0,0304 0,0028 0,0853 0,0013 0,1200 0,0192 0,1020 0,0106
vergiftet Fluoren [mg/kg] 0,2000 0,0273 0,1383 0,0117 0,1004 0,0132 0,1081 0,0018 0,0233 0,0120 0,0829 0,0091 0,0919 0,0079 0,1166 0,0048
abbauaktiv Phenanthren [mg/kg] 0,0141 0,0007 0,0156 n.b. 0,0142 0,0005 0,0363 0,0005 0,0096 0,0017 0,0305 0,0008 0,0122 0,0020 0,0122 0,0012
vergiftet Phenanthren [mg/kg] 0,0227 0,0136 0,0182 0,0034 0,0146 0,0003 0,0412 0,0059 0,0070 0,0007 0,0286 0,0023 0,0118 0,0044 0,0138 0,0010
abbauaktiv Anthracen [mg/kg] n.b. n.b. 0,0016 0,0003 0,0025 0,0000 0,0040 0,0002 0,0020 0,0006 0,0037 0,0002 0,0021 0,0000 0,0023 0,0001
vergiftet Anthracen [mg/kg] n.b. n.b. 0,0013 0,0000 0,0026 0,0003 0,0039 0,0001 0,0012 0,0001 0,0035 0,0002 n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Fluoranthen [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
vergiftet Fluoranthen [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Pyren [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
vergiftet Pyren [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Benzo(a)anthracen [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. 0,0004 n.b. n.b. n.b.
vergiftet Benzo(a)anthracen [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Chrysen [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. 0,0005 n.b. n.b. n.b.
vergiftet Chrysen [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Benzo(b)fluoranthen [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
vergiftet Benzo(b)fluoranthen [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Benzo(k)fluoranthen [mg/kg] n.b. n.b. 0,0009 n.b. 0,0011 0,0004 0,0010 0,0003 n.b. n.b. 0,0012 0,0004 0,0016 0,0002 n.b. n.b.
vergiftet Benzo(k)fluoranthen [mg/kg] n.b. n.b. 0,0011 0,0003 0,0017 0,0002 0,0011 n.b. n.b. n.b. 0,0009 0,0004 n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Benzo(a)pyren [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
vergiftet Benzo(a)pyren [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Dibenz(ah)anthracen [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
vergiftet Dibenz(ah)anthracen [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Benzo(ghi )perylen [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
vergiftet Benzo(ghi )perylen [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Indeno(1,2,3-cd)pyren [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
vergiftet Indeno(1,2,3-cd)pyren [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Summe PAK [mg/kg] 1,8759 0,1625 0,9975 0,0616 0,8492 0,0063 0,3455 0,0614 0,1789 0,0018 0,3669 0,0265 0,3979 0,1104 0,3259 0,0485
vergiftet Summe PAK [mg/kg] 1,7203 0,3440 1,0067 0,0508 0,9677 0,0467 0,8072 0,2204 0,3868 0,0475 0,5938 0,0419 0,9109 0,1189 0,9552 0,1145

Anhang A.4 Ergebnisse Mikrokosmenversuche 147
Tabelle A.4–6: Ergebnisse der einfach beprobten Mikrokosmen mit Grundwasser und Sediment -
Probenahmstelle T14 (MW und Stabw von zwei Parallelansätzen).
Einfachbeprobte Mikrokosmen mit Grundwasser und Sediment - Gesamtextrakte
T14 Gesamtübersicht Totalextraktion
Probenahme
1. Probenahme 2. Probenahme 3. Probenahme 4. Probenahme 5. Probenahme
6. Probenahme 8. Probenahme 9. Probenahme
Inkubationstag
5 32
89 151
215
301
432
502
Ansatz Parameter Einheit MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw
abbauaktiv Fe(II) [mg/kg] 22,50 3,54 25,00 0,00 22,50 3,54 8,75 1,77 10,00 0,00 27,50 14,14 13,75 5,30 10,0 0,0
vergiftet Fe(II) [mg/kg] 20,00 0,00 20,00 0,00 5,00 0,00 4,25 1,06 5,00 0,00 7,50 0,00 2,00 0,00 5,0 0,0
abbauaktiv SO4 [mg/kg] 712 13 624 3 600 39 569 12 550 11 515 3 473 12 503 14
vergiftet SO4 [mg/kg] 714 3 673 5 722 14 720 12 716 7 664 4 606 2 655 22
abbauaktiv Naphthalin [mg/kg] 2,8175 0,3201 1,1345 0,1957 2,7448 0,0657 2,4507 0,2653 1,1364 0,0280 0,6723 0,0674 1,2229 0,3086 2,1964 0,3970
vergiftet Naphthalin [mg/kg] 2,7279 0,0374 1,1652 0,0135 2,2915 0,0823 2,1048 0,4120 0,8164 0,0194 0,6615 0,0288 1,9388 0,4502 2,0995 0,2712
abbauaktiv Acenaphthen [mg/kg] 0,0739 0,0064 0,0993 0,0003 0,0996 0,0066 0,1097 0,0073 0,0743 0,0043 0,0545 0,0034 0,0788 0,0027 0,0951 0,0111
vergiftet Acenaphthen [mg/kg] 0,0775 0,0005 0,0970 0,0159 0,0778 0,0046 0,0826 0,0028 0,0459 0,0048 0,0411 0,0024 0,0587 0,0012 0,0753 0,0006
abbauaktiv Fluoren [mg/kg] 0,1775 0,0342 0,0704 0,0089 0,0870 0,0056 0,1103 0,0181 0,0474 0,0090 0,0577 0,0028 0,0725 0,0079 0,0679 0,0068
vergiftet Fluoren [mg/kg] 0,2259 0,1031 0,0796 0,0309 0,0809 0,0199 0,1151 0,0157 0,0240 0,0019 0,0556 0,0036 0,0629 n.b. 0,0781 0,0051
abbauaktiv Phenanthren [mg/kg] 0,1796 0,0059 0,1242 0,0032 0,1012 0,0008 0,1305 0,0003 0,0863 0,0060 0,0598 0,0004 0,0900 0,0147 0,0887 0,0039
vergiftet Phenanthren [mg/kg] 0,1697 0,0023 0,1142 0,0172 0,0644 0,0545 0,1216 0,0054 0,0650 0,0020 0,0573 0,0056 0,0995 0,0087 0,1171 0,0028
abbauaktiv Anthracen [mg/kg] n.b. n.b. 0,0040 n.b. 0,0189 0,0077 0,0235 0,0013 0,0234 0,0020 0,0132 0,0017 0,0158 0,0010 0,0142 0,0014
vergiftet Anthracen [mg/kg] n.b. n.b. 0,0034 0,0003 0,0433 0,0303 0,0184 0,0064 0,0182 0,0010 0,0120 0,0011 0,0166 0,0019 0,0212 0,0027
abbauaktiv Fluoranthen [mg/kg] n.b. n.b. 0,0785 0,0032 0,0524 0,0054 0,0590 0,0022 0,0472 0,0043 0,0294 0,0004 0,0596 0,0044 0,0518 0,0043
vergiftet Fluoranthen [mg/kg] n.b. n.b. 0,0665 0,0066 0,0368 0,0285 0,0526 0,0012 0,0353 0,0029 0,0297 0,0030 0,0597 0,0029 0,0644 0,0019
abbauaktiv Pyren [mg/kg] n.b. n.b. 0,0453 0,0025 0,0342 0,0046 0,0299 0,0017 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. 0,0356 n.b.
vergiftet Pyren [mg/kg] n.b. n.b. 0,0389 0,0033 0,0361 n.b. 0,0255 0,0041 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. 0,0313 n.b.
abbauaktiv Benzo(a)anthracen [mg/kg] 0,0157 n.b. 0,0152 n.b. 0,0118 0,0006 0,0135 0,0010 0,0113 0,0003 0,0093 0,0032 0,0163 0,0023 0,0129 0,0017
vergiftet Benzo(a)anthracen [mg/kg] 0,0144 0,0005 0,0127 0,0013 0,0129 0,0015 0,0115 n.b. 0,0079 0,0011 0,0068 0,0005 0,0137 0,0007 0,0142 0,0001
abbauaktiv Chrysen [mg/kg] 0,0187 0,0023 0,0177 0,0003 0,0149 0,0010 0,0163 0,0009 0,0136 0,0005 0,0107 0,0036 0,1006 0,1203 0,0163 0,0019
vergiftet Chrysen [mg/kg] 0,0155 0,0005 0,0149 0,0013 0,0157 0,0014 0,0145 n.b. 0,0092 n.b. 0,0081 0,0005 0,0151 0,0013 0,0181 0,0002
abbauaktiv Benzo(b)fluoranthen [mg/kg] 0,0180 0,0031 0,0184 0,0006 0,0149 0,0011 0,0145 0,0011 0,0102 0,0012 0,0080 0,0020 0,0130 0,0031 n.b. n.b.
vergiftet Benzo(b)fluoranthen [mg/kg] 0,0187 0,0022 0,0161 0,0016 0,0147 0,0017 0,0130 n.b. 0,0082 0,0016 0,0077 0,0007 n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Benzo(k)fluoranthen [mg/kg] 0,0095 0,0001 0,0090 n.b. 0,0072 0,0000 0,0075 0,0006 0,0052 0,0001 0,0043 0,0012 0,0501 0,0611 0,0066 n.b.
vergiftet Benzo(k)fluoranthen [mg/kg] 0,0078 0,0002 0,0075 0,0010 0,0065 0,0003 0,0054 n.b. 0,0039 0,0007 0,0036 0,0003 0,0063 0,0003 0,0065 0,0018
abbauaktiv Benzo(a)pyren [mg/kg] 0,0046 0,0003 0,0043 0,0003 0,0031 0,0002 0,0030 0,0003 0,0026 0,0005 0,0022 0,0011 0,0026 0,0008 0,0030 n.b.
vergiftet Benzo(a)pyren [mg/kg] 0,0042 0,0002 0,0034 0,0003 0,0029 0,0002 0,0026 n.b. 0,0017 0,0004 0,0017 0,0000 0,0027 n.b. 0,0041 n.b.
abbauaktiv Dibenz(ah)anthracen [mg/kg] n.b. n.b. 0,0119 0,0010 0,0082 0,0002 0,0076 0,0000 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. 0,0102 n.b.
vergiftet Dibenz(ah)anthracen [mg/kg] 0,0117 0,0006 0,0095 n.b. 0,0079 0,0017 0,0070 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Benzo(ghi )perylen [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
vergiftet Benzo(ghi )perylen [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. 0,0014 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Indeno(1,2,3-cd)pyren [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. 0,0080 0,0012 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
vergiftet Indeno(1,2,3-cd)pyren [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. 0,0082 0,0017 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Summe PAK [mg/kg] 3,3149 0,3724 1,6328 0,2160 3,2060 0,0530 2,9829 0,2863 1,4580 0,0012 0,9212 0,0551 1,7221 0,0921 2,5710 0,4315
vergiftet Summe PAK [mg/kg] 3,2733 0,1475 1,6289 0,0933 2,6822 0,1292 2,5509 0,4825 1,0312 0,0292 0,8852 0,0466 2,2413 0,4184 2,5122 0,2952

Anhang A.4 Ergebnisse Mikrokosmenversuche 148
Tabelle A.4–7: Ergebnisse der mehrfachbeprobten Mikrokosmen mit Grundwasser -
Probenahmestelle T9 (MW und Stabw von zwei Parallelansätzen).
Mehrfachbeprobte Mikrokosmen mit Grundwasser
T9 Gesamtübersicht Wasser
Probenahme
1. Probenahme 2. Probenahme 3. Probenahme 4. Probenahme 5. Probenahme 6. Probenahme 7. Probenahme 8. Probenahme
Inkubationstag
1 29 88 144
207
305
361
424
Ansatz Parameter Einheit MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw
abbauaktiv Fe(II) [mg/l] 13,8 5,3 17,5 0,0 17,5 0,0 10,0 0,0 4,3 1,1 0,0 0,0 0,0 0,0 5,0 0,0
vergiftet Fe(II) [mg/l] 7,5 0,0 2,8 1,1 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 1,0 0,0
abbauaktiv SO4 [mg/l] 646 3 583 1 574 16 603 2 613 14 549 13 572 8 550 39
vergiftet SO4 [mg/l] 667 1 589 1 584 13 633 8 667 12 568 20 638 16 582 36
abbauaktiv Redox vs NHE [mV] 103 1 -32 1 -21 2 -34 4 -106 4 3 8 -103 6 -114 8
vergiftet Redox vs NHE [mV] 119 0 35 4 113 12 89 14 -16 7 151 8 -31 4 -83 2
abbauaktiv Naphthalin [mg/l] 4,4548 0,7671 3,8733 0,2982 4,3368 0,0745 2,8319 0,0771 2,2846 0,2291 2,0532 0,1955 1,7788 0,4331 2,3480 0,1141
vergiftet Naphthalin [mg/l] 4,3519 n.b. 4,0670 0,0421 4,4240 0,1463 3,2416 0,0216 2,1869 0,4198 2,0479 0,3009 2,1769 0,8211 2,5268 0,1338
abbauaktiv Acenaphthen [mg/l] 0,0424 0,0080 0,0692 0,0026 0,0783 0,0001 0,0562 0,0004 0,0511 0,0021 0,0480 0,0017 0,0482 0,0014 0,0554 0,0022
vergiftet Acenaphthen [mg/l] 0,0718 n.b. 0,0668 0,0002 0,0776 0,0014 0,0569 0,0010 0,0479 0,0027 0,0369 0,0027 0,0486 0,0053 0,0452 0,0006
abbauaktiv Fluoren [mg/l] 0,0060 0,0011 0,0179 0,0053 0,0237 0,0005 0,0178 0,0024 0,0114 0,0011 0,0099 0,0012 0,0104 0,0000 0,0079 0,0023
vergiftet Fluoren [mg/l] 0,0224 n.b. 0,0161 0,0009 0,0239 0,0001 0,0189 0,0011 0,0117 0,0010 0,0085 0,0004 0,0089 0,0016 0,0079 0,0017
abbauaktiv Benzol [mg/l] 19,1496 0,8913 19,2623 0,2577 17,2600 0,8328 14,3643 0,5605 14,2687 1,5697 10,7812 2,1927 11,0040 2,2529 9,7117 1,7415
vergiftet Benzol [mg/l] 17,3914 0,3287 17,8380 0,2423 16,2236 0,4588 14,4218 0,1090 15,2661 0,4021 11,8066 0,1206 11,5494 0,0098 9,2047 0,7248
abbauaktiv Toluol [mg/l] 0,6798 0,0309 0,6871 0,0008 0,6316 0,0120 0,5341 0,0187 0,5225 0,0069 0,5076 0,0025 0,4788 0,0054 0,4119 0,0120
vergiftet Toluol [mg/l] 0,6210 0,0092 0,6273 0,0108 0,5746 0,0139 0,5118 0,0113 0,5088 0,0100 0,5952 0,0041 0,6048 0,0037 0,5005 0,0194
abbauaktiv Ethylbenzol [mg/l] 0,3757 0,0235 0,3667 0,0074 0,3222 0,0070 0,2367 0,1020 0,0849 0,1200 0,2104 0,0008 0,2202 0,0045 0,1072 0,1515
vergiftet Ethylbenzol [mg/l] 0,3573 0,0040 0,3518 0,0086 0,3066 0,0052 0,3022 0,0021 0,1689 0,0037 0,3596 0,0029 0,3640 0,0029 0,3150 0,0078
abbauaktiv m-,p- Xylol [mg/l] 1,3525 0,0794 1,3488 0,0119 0,7228 0,0149 0,5381 0,0093 0,4001 0,0212 0,7124 0,0274 0,7182 0,0324 0,6564 0,0223
vergiftet m-,p- Xylol [mg/l] 1,2488 0,0161 1,2685 0,0321 1,1210 0,0249 0,5653 0,0187 0,9021 0,0194 1,1342 0,0108 1,1203 0,0051 0,9434 0,0368
abbauaktiv o- Xylol [mg/l] 0,6416 0,0290 0,6585 0,0112 0,6318 0,0050 0,3679 0,1813 0,5261 0,0142 0,6330 0,0225 0,6583 0,0277 0,6083 0,0231
vergiftet o- Xylol [mg/l] 0,6032 0,0035 0,6221 0,0111 0,5767 0,0126 0,5361 0,0091 0,4865 0,0070 0,6081 0,0030 0,6142 0,0042 0,5440 0,0185
Werte aus Messung des Standortwasserdirekt, Mittelwert über verschiedene Tiefen

Anhang A.4 Ergebnisse Mikrokosmenversuche 149
Tabelle A.4–8: Ergebnisse der mehrfachbeprobten Mikrokosmen mit Grundwasser -
Probenahmestelle T10. (MW und Stabw von zwei Parallelansätzen).
Mehrfachbeprobte Mikrokosmen mit Grundwasser
T10 Gesamtübersicht Wasser
Probenahme
1. Probenahme 2. Probenahme 3. Probenahme 4. Probenahme
5. Probenahme 6. Probenahme 7. Probenahme 8. Probenahme
Inkubationstag
1 29
88 144
207
305
361
424
Ansatz Parameter Einheit MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw
abbauaktiv Fe(II) [mg/l] 10,0 0,0 10,0 0,0 17,5 0,0 10,0 0,0 8,8 1,8 1,0 1,4 0,0 0,0 2,0 0,0
vergiftet Fe(II) [mg/l] 7,5 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0
abbauaktiv SO4 [mg/l] 442 2 395 1 406 5 392 5 439 0 382 1 413 7 393 7
vergiftet SO4 [mg/l] 457 6 388 3 404 37 442 2 459 2 393 1 462 1 381 12
abbauaktiv Redox vs NHE [mV] 98 1 -9 5 -14 10 -22 4 -76 1 -54 1 -110 4 -124 4
vergiftet Redox vs NHE [mV] 105 4 28 1 265 13 55 4 -20 4 13 8 -27 4 -107 5
abbauaktiv Naphthalin [mg/l] 0,4596 0,0215 0,3545 0,0109 0,0845 0,0100 0,0133 0,0023 0,0029 0,0013 0,0114 0,0058 0,0140 0,0115 0,0072 0,0019
vergiftet Naphthalin [mg/l] 0,4287 0,0753 0,4415 0,0084 0,2300 0,0023 0,4957 0,0070 0,4147 0,0797 0,5134 0,0226 0,5263 0,0607 0,4848 0,0003
abbauaktiv Acenaphthen [mg/l] 0,1981 0,0037 0,1616 0,0020 0,0772 0,0017 0,0333 0,0037 0,0146 0,0165 0,0211 0,0040 0,0265 0,0045 0,0222 0,0020
vergiftet Acenaphthen [mg/l] 0,2053 0,0067 0,1908 0,0036 0,1517 0,0030 0,2103 0,0018 0,2132 n.b. 0,2406 0,0098 0,2740 0,0136 0,2354 0,0030
abbauaktiv Fluoren [mg/l] 0,0606 0,0010 0,0472 0,0010 0,0286 0,0006 0,0141 0,0026 0,0101 0,0009 0,0065 0,0027 0,0080 0,0031 0,0061 0,0008
vergiftet Fluoren [mg/l] 0,0608 0,0023 0,0536 0,0036 0,0502 0,0009 0,0729 0,0004 0,0630 0,0049 0,0654 0,0034 0,0774 0,0037 0,0614 0,0050
abbauaktiv Benzol [mg/l] 3,4541 0,0969 3,3330 0,0583 2,9024 0,0118 2,3669 0,0782 1,1979 0,0073 0,2016 0,0214 0,2040 0,0120 0,0000 0,0000
vergiftet Benzol [mg/l] 3,2328 0,1117 3,2774 0,0461 3,0719 0,1257 2,9397 0,0784 2,3743 0,0368 2,6095 0,1090 2,3367 0,1370 1,9294 0,0424
abbauaktiv Toluol [mg/l] 0,0615 0,0008 0,0611 0,0007 0,0551 0,0005 0,0000 0,0000 0,0376 0,0007 0,2189 0,0006 0,2508 0,0022 0,0000 0,0000
vergiftet Toluol [mg/l] 0,0597 0,0018 0,0596 0,0001 0,0562 0,0006 0,0000 0,0000 0,0393 0,0004 0,2261 0,0005 0,2559 0,0018 0,2208 0,0004
abbauaktiv Ethylbenzol [mg/l] 0,1923 0,0023 0,1511 0,0022 0,1132 0,0040 0,1017 0,0030 0,0000 0,0000 0,2099 0,0003 0,2167 0,0023 0,0000 0,0000
vergiftet Ethylbenzol [mg/l] 0,1841 0,0037 0,1676 0,0021 0,1532 0,0023 0,1615 0,0060 0,0255 0,0016 0,2616 0,0025 0,2579 0,0037 0,2465 0,0006
abbauaktiv m-,p- Xylol [mg/l] 0,1269 0,0041 0,1107 0,0031 0,0963 0,0013 0,0808 0,0013 0,0000 0,0000 0,3975 0,0001 0,4121 0,0020 0,0000 0,0000
vergiftet m-,p- Xylol [mg/l] 0,1237 0,0035 0,1113 0,0013 0,1005 0,0016 0,0936 0,0013 0,0000 0,0000 0,4138 0,0013 0,4248 0,0007 0,4076 0,0002
abbauaktiv o- Xylol [mg/l] 0,1085 0,0018 0,1071 0,0005 0,1032 0,0005 0,0951 0,0015 0,0200 0,0005 0,2238 0,0018 0,2308 0,0032 0,0000 0,0000
vergiftet o- Xylol [mg/l] 0,1043 0,0033 0,1068 0,0009 0,1051 0,0009 0,0997 0,0005 0,0250 0,0006 0,2425 0,0012 0,2481 0,0024 0,2280 0,0016

Anhang A.4 Ergebnisse Mikrokosmenversuche 150
Tabelle A.4–9: Ergebnisse der mehrfachbeprobten Mikrokosmen mit Grundwasser -
Probenahmestelle T14 (MW und Stabw von zwei Parallelansätzen).
Mehrfachbeprobte Mikrokosmen mit Grundwasser
T14 Gesamtübersicht Wasser
Probenahme
1. Probenahme 2. Probenahme 3. Probenahme 4. Probenahme
5. Probenahme 6. Probenahme 7. Probenahme 8. Probenahme
Inkubationstag
1 29
88 144
207
305
361
424
Ansatz Parameter Einheit MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw
abbauaktiv Fe(II) [mg/l] 7,5 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 3,5 0,0
vergiftet Fe(II) [mg/l] 7,5 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,5 0,7
abbauaktiv SO4 [mg/l] 442 2 388 4 354 1 398 2 414 10 359 2 383 9 364 5
vergiftet SO4 [mg/l] 457 6 407 1 413 1 475 17 480 27 420 0 424 5 434 1
abbauaktiv Redox vs NHE [mV] 80 1 -102 2 -130 1 -106 15 -119 11 -78 9 -147 3 -150 4
vergiftet Redox vs NHE [mV] 72 1 -8 2 -17 6 -6 11 -3 5 49 1 -71 4 -115 8
abbauaktiv Naphthalin [mg/l] 6,2202 0,4249 4,1849 0,0612 2,5221 0,0918 4,2383 0,0046 3,1461 0,0066 2,8887 0,0380 3,2642 0,0543 2,9317 0,3343
vergiftet Naphthalin [mg/l] 6,1513 0,5087 5,4276 0,0000 2,8882 0,0006 4,7501 0,0596 3,1577 0,4954 3,0714 0,3092 3,9806 0,1740 3,3562 0,5081
abbauaktiv Acenaphthen [mg/l] 0,0333 0,0005 0,0276 0,0003 0,0259 0,0009 0,0227 0,0010 0,0171 0,0005 0,0128 0,0001 0,0252 0,0004 0,0245 0,0014
vergiftet Acenaphthen [mg/l] 0,0365 0,0003 0,0398 0,0000 0,0389 0,0008 0,0313 0,0003 0,0234 0,0017 0,0146 0,0022 0,0297 0,0008 0,0213 0,0020
abbauaktiv Fluoren [mg/l] 0,0042 0,0003 0,0000 0,0000 0,0105 0,0049 0,0033 0,0002 0,0015 0,0004 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000
vergiftet Fluoren [mg/l] 0,0061 0,0002 0,0000 0,0000 0,0175 0,0009 0,0059 0,0014 0,0030 0,0043 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000
abbauaktiv Benzol [mg/l] 16,7184 0,2613 16,4880 0,5363 13,9733 0,4429 12,5662 0,0866 14,0023 0,4463 11,9508 0,6580 10,5056 0,1144 8,9341 0,5819
vergiftet Benzol [mg/l] 15,8137 0,8690 15,4324 0,2726 14,1356 0,8084 12,5636 1,4222 13,2894 0,2336 11,7120 0,2950 10,0000 0,1203 8,1925 0,0866
abbauaktiv Toluol [mg/l] 12,7183 0,1335 9,1987 0,2440 2,9713 0,1239 2,6218 0,0243 2,7865 0,1560 2,2923 0,4475 1,9348 0,4543 1,6306 0,4303
vergiftet Toluol [mg/l] 12,0414 0,6073 11,7082 0,3000 10,7050 0,6132 9,4486 1,0882 10,1500 0,7519 9,0257 0,2052 7,5398 0,1252 6,2808 0,2254
abbauaktiv Ethylbenzol [mg/l] 0,3487 0,0003 0,3328 0,0055 0,2889 0,0082 0,2745 0,0037 0,1712 0,0027 0,3773 0,0146 0,3562 0,0016 0,3283 0,0067
vergiftet Ethylbenzol [mg/l] 0,3405 0,0189 0,3211 0,0122 0,2858 0,0114 0,2748 0,0230 0,1622 0,0132 0,3744 0,0021 0,3474 0,0009 0,3127 0,0059
abbauaktiv m-,p- Xylol [mg/l] 3,5344 0,0255 3,5007 0,0937 2,9955 0,1145 2,6354 0,0185 2,8296 0,0485 2,8605 0,0943 2,4645 0,0169 2,1147 0,0962
vergiftet m-,p- Xylol [mg/l] 3,3544 0,1628 3,2951 0,1184 2,9491 0,1640 2,6037 0,2834 2,7030 0,2067 2,7870 0,0722 2,3428 0,0464 1,9718 0,0731
abbauaktiv o- Xylol [mg/l] 1,0550 0,0084 1,0639 0,0204 0,9371 0,0162 0,8634 0,0154 0,9068 0,0190 1,0108 0,0328 0,9420 0,0102 0,8417 0,0377
vergiftet o- Xylol [mg/l] 1,0183 0,0336 1,0221 0,0373 0,9422 0,0409 0,8623 0,0876 0,8802 0,0534 1,0024 0,0152 0,9100 0,0153 0,7973 0,0163

Anhang A.4 Ergebnisse Mikrokosmenversuche 151
Tabelle A.4–10: Ergebnisse der mehrfachbeprobten Mikrokosmen mit Sediment -
Probenahmestelle T9 (MW und Stabw von zwei Parallelansätzen).
Mehrfachbeprobte Mikrokosmen mit Sediment
T9 Gesamtübersicht Sedimentextrakte
Probenahme
1. Probenahme 2. Probenahme 3. Probenahme 4. Probenahme 5. Probenahme 6. Probenahme 7. Probenahme 8. Probenahme
Inkubationstag
1
30
90
149
210
293
360
419
Ansatz Parameter Einheit MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw
abbauaktiv Naphthalin [mg/kg] 1,1974 0,0124 0,4935 0,0343 0,7390 0,1394 0,5366 0,2492 0,7055 0,0021 0,3095 0,0225 0,6868 0,1277 1,0007 0,4329
vergiftet Naphthalin [mg/kg] 0,8398 0,1933 0,4995 0,0712 1,1046 0,4097 0,9396 0,0920 1,0982 0,0915 0,9705 0,0174 1,5384 0,3727 0,7026 0,0684
abbauaktiv Acenaphthen [mg/kg] 0,3287 0,0638 0,3105 0,0446 0,2788 0,0116 0,1774 0,0260 0,0948 0,0086 0,1149 0,0156 0,1200 0,0308 0,1294 0,0429
vergiftet Acenaphthen [mg/kg] 0,2495 0,0866 0,3126 0,0095 0,3717 0,0166 0,2920 0,0008 0,2774 0,0004 0,3543 0,0108 0,3763 0,0012 0,2749 0,0102
abbauaktiv Fluoren [mg/kg] 0,1479 0,0360 n.b. n.b. 0,1293 0,0048 0,1219 0,0420 n.b. n.b. n.b. n.b. 0,0620 n.b. n.b. n.b.
vergiftet Fluoren [mg/kg] 0,1433 0,0433 0,1891 0,0223 0,1792 0,0044 0,1581 0,0085 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. 0,1038 0,0270
abbauaktiv Phenanthren [mg/kg] 0,0379 0,0072 0,0342 0,0010 0,0363 0,0036 0,0276 0,0050 0,0215 0,0039 0,0143 0,0040 0,0167 0,0015 0,0200 0,0059
vergiftet Phenanthren [mg/kg] 0,0214 0,0222 0,0396 0,0109 0,0404 0,0006 0,0304 0,0022 0,0364 0,0037 0,0320 0,0013 0,0377 0,0028 0,0323 0,0019
abbauaktiv Anthracen [mg/kg] 0,0085 0,0017 0,0065 0,0021 0,0081 n.b. 0,0056 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
vergiftet Anthracen [mg/kg] 0,0089 n.b. 0,0053 0,0028 0,0041 0,0045 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Fluoranthen [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. 0,0085 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
vergiftet Fluoranthen [mg/kg] n.b. n.b. 0,0082 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Pyren [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
vergiftet Pyren [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Benzo(a)anthracen [mg/kg] 0,0100 n.b. n.b. n.b. 0,0026 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. 0,0030 0,0014 n.b. n.b. n.b. n.b.
vergiftet Benzo(a)anthracen [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. 0,0035 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. 0,0046 0,0005 n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Chrysen [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. 0,0040 0,0033 n.b. n.b. n.b. n.b. 0,0023 0,0009 n.b. n.b. n.b. n.b.
vergiftet Chrysen [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. 0,0059 0,0037 n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Benzo(b)fluoranthen [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. 0,0078 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. 0,0054 0,0007 n.b. n.b. n.b. n.b.
vergiftet Benzo(b)fluoranthen [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. 0,0073 0,0071 n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Benzo(k)fluoranthen [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. 0,0015 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. 0,0016 0,0009 n.b. n.b. n.b. n.b.
vergiftet Benzo(k)fluoranthen [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. 0,0020 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. 0,0025 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Benzo(a)pyren [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. 0,0010 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. 0,0003 0,0004 n.b. n.b. n.b. n.b.
vergiftet Benzo(a)pyren [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. 0,0007 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Dibenz(ah)anthracen [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
vergiftet Dibenz(ah)anthracen [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Benzo(ghi )perylen [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. 0,0010 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
vergiftet Benzo(ghi )perylen [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Indeno(1,2,3-cd)pyren [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
vergiftet Indeno(1,2,3-cd)pyren [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Summe PAK [mg/kg] 1,7254 0,0314 0,8447 0,0778 1,1979 0,1332 0,8662 0,3183 0,8219 0,0103 0,4560 0,0500 0,8546 0,1162 1,1501 0,4817
vergiftet Summe PAK [mg/kg] 1,2585 0,3517 1,0502 0,0780 1,7027 0,4319 1,4201 0,0866 1,4120 0,0955 1,3761 0,0105 1,9523 0,3711 1,1135 0,0535

Anhang A.4 Ergebnisse Mikrokosmenversuche 152
Tabelle A.4–11: Ergebnisse der mehrfachbeprobten Mikrokosmen mit Sediment -
Probenahmestelle T10 (MW und Stabw von zwei Parallelansätzen).
Mehrfachbeprobte Mikrokosmen mit Sediment
T10 Gesamtübersicht Sedimentextrakte
Probenahme
1. Probenahme 2. Probenahme 3. Probenahme 4. Probenahme 5. Probenahme 6. Probenahme 7. Probenahme 8. Probenahme
Inkubationstag
1 30
90 149
210
293
360
419
MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw
abbauaktiv Naphthalin [mg/kg] n.b. n.b. 0,0206 0,0030 0,0206 0,0106 0,0111 0,0031 0,1760 0,0240 0,0262 0,0034 0,0238 0,0002 0,0269 0,0155
vergiftet Naphthalin [mg/kg] n.b. n.b. 0,0152 0,0021 0,0195 0,0061 0,0297 0,0029 0,1857 0,0005 0,0447 0,0020 0,0545 0,0058 0,0381 0,0025
abbauaktiv Acenaphthen [mg/kg] 0,1111 0,0162 0,1096 0,0003 0,0641 0,0126 0,0346 0,0065 0,0181 0,0021 0,0216 0,0012 0,0202 0,0031 0,0161 0,0016
vergiftet Acenaphthen [mg/kg] 0,1336 0,0134 0,1246 0,0033 0,1841 0,0021 0,1247 0,0051 0,1549 0,0132 0,1386 0,0083 0,1795 0,0046 0,1270 0,0147
abbauaktiv Fluoren [mg/kg] 0,1030 0,0122 0,0711 0,0008 0,0425 0,0182 0,0213 0,0022 n.b. n.b. 0,0168 n.b. 0,0165 0,0101 0,0080 0,0030
vergiftet Fluoren [mg/kg] 0,1119 0,0099 0,0746 0,0045 0,1178 0,0132 0,0860 0,0030 0,1215 0,0000 0,1005 n.b. 0,1213 0,0180 0,0846 0,0101
abbauaktiv Phenanthren [mg/kg] 0,0153 0,0146 0,0198 0,0014 0,0017 0,0004 0,0056 0,0051 0,0101 0,0007 0,0071 0,0003 0,0097 0,0009 0,0062 0,0005
vergiftet Phenanthren [mg/kg] 0,0264 0,0025 0,0198 0,0000 0,0271 0,0032 0,0196 0,0013 0,0274 0,0038 0,0243 0,0012 0,0282 0,0015 0,0227 0,0027
abbauaktiv Anthracen [mg/kg] 0,0046 0,0000 0,0030 0,0004 0,0015 0,0006 0,0017 0,0005 0,0030 0,0005 n.b. n.b. 0,0023 0,0000 0,0013 0,0001
vergiftet Anthracen [mg/kg] 0,0048 0,0002 0,0028 0,0002 0,0070 0,0019 0,0030 0,0000 0,0055 0,0003 n.b. n.b. 0,0045 0,0006 0,0034 0,0002
abbauaktiv Fluoranthen [mg/kg] 0,0036 0,0014 0,0013 0,0000 0,0019 n.b. 0,0012 0,0002 n.b. n.b. 0,0035 n.b. 0,0018 0,0002 0,0014 0,0004
vergiftet Fluoranthen [mg/kg] 0,0020 0,0000 0,0018 0,0002 0,0109 0,0037 0,0018 0,0002 n.b. n.b. 0,0106 0,0014 0,0022 0,0007 0,0021 0,0003
abbauaktiv Pyren [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. 0,0043 0,0033 n.b. n.b. n.b. n.b.
vergiftet Pyren [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. 0,0122 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. 0,0109 0,0023 n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Benzo(a)anthracen [mg/kg] 0,0013 0,0009 0,0005 0,0002 0,0017 n.b. 0,0003 0,0000 n.b. n.b. 0,0019 0,0008 n.b. n.b. 0,0005 n.b.
vergiftet Benzo(a)anthracen [mg/kg] 0,0007 0,0000 0,0007 0,0000 0,0035 0,0007 0,0007 0,0000 n.b. n.b. 0,0012 0,0002 0,0010 n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Chrysen [mg/kg] 0,0022 0,0007 0,0007 0,0000 0,0019 0,0007 0,0007 n.b. n.b. n.b. 0,0012 0,0003 0,0010 n.b. 0,0006 0,0005
vergiftet Chrysen [mg/kg] 0,0017 0,0005 0,0008 0,0002 0,0046 0,0009 n.b. n.b. n.b. n.b. 0,0010 0,0000 0,0010 n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Benzo(b)fluoranthen [mg/kg] 0,0043 n.b. n.b. n.b. 0,0030 0,0010 n.b. n.b. n.b. n.b. 0,0010 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
vergiftet Benzo(b)fluoranthen [mg/kg] 0,0043 0,0014 n.b. n.b. 0,0062 0,0009 n.b. n.b. n.b. n.b. 0,0007 0,0005 0,0043 n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Benzo(k)fluoranthen [mg/kg] 0,0017 n.b. 0,0013 0,0000 0,0016 0,0004 0,0010 0,0005 n.b. n.b. 0,0012 0,0003 0,0014 0,0001 0,0008 0,0003
vergiftet Benzo(k)fluoranthen [mg/kg] 0,0022 0,0007 n.b. n.b. 0,0029 0,0004 0,0010 0,0000 n.b. n.b. n.b. n.b. 0,0012 0,0007 n.b. n.b.
abbauaktiv Benzo(a)pyren [mg/kg] 0,0003 n.b. 0,0003 0,0000 0,0003 n.b. 0,0003 n.b. n.b. n.b. 0,0011 0,0006 0,0003 n.b. 0,0003 n.b.
vergiftet Benzo(a)pyren [mg/kg] 0,0005 0,0002 0,0003 0,0000 0,0011 0,0001 0,0002 0,0002 n.b. n.b. 0,0007 n.b. 0,0003 n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Dibenz(ah)anthracen [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. 0,0010 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
vergiftet Dibenz(ah)anthracen [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. 0,0017 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Benzo(ghi )perylen [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
vergiftet Benzo(ghi )perylen [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Indeno(1,2,3-cd)pyren [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
vergiftet Indeno(1,2,3-cd)pyren [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Summe PAK [mg/kg] 0,2444 0,0445 0,2281 0,0020 0,1389 0,0427 0,0772 0,0063 0,2071 0,0273 0,0757 0,0136 0,0764 0,0150 0,0617 0,0123
vergiftet Summe PAK [mg/kg] 0,2881 0,0288 0,2407 0,0106 0,3906 0,0312 0,2666 0,0066 0,4949 0,0173 0,2832 0,0778 0,3946 0,0249 0,2778 0,0256

Anhang A.4 Ergebnisse Mikrokosmenversuche 153
Tabelle A.4–12: Ergebnisse der mehrfachbeprobten Mikrokosmen mit Sediment -
Probenahmestelle T14 (MW und Stabw von zwei Parallelansätzen).
Mehrfachbeprobte Mikrokosmen mit Sediment
T14 Gesamtübersicht Sedimentextrakte
Probenahme
1. Probenahme 2. Probenahme 3. Probenahme 4. Probenahme
5. Probenahme 6. Probenahme 7. Probenahme 8. Probenahme
Inkubationstag
1 30 90 149 210
293
360
419
MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw
abbauaktiv Naphthalin [mg/kg] 0,7280 0,0601 0,6303 0,1667 0,4775 0,0870 0,3359 0,1368 0,5229 0,0393 0,4632 0,0214 0,2277 0,0077 0,2762 0,1056
vergiftet Naphthalin [mg/kg] 0,7673 0,0114 0,6360 0,1639 0,4674 0,0349 0,4879 0,0662 0,2675 0,0370 0,5365 0,0226 0,1597 0,0859 0,4912 0,0886
abbauaktiv Acenaphthen [mg/kg] 0,9909 0,1948 0,9955 0,1579 0,6861 0,0505 0,4469 0,1522 1,1078 0,0167 0,0793 0,0247 0,0725 0,0331 0,0537 0,0210
vergiftet Acenaphthen [mg/kg] 1,2153 0,1089 1,1574 0,0268 1,0669 0,0280 0,9701 0,0710 0,2324 0,0584 0,6517 0,0845 0,2635 0,2435 0,9931 0,1519
abbauaktiv Fluoren [mg/kg] 0,9287 0,3088 0,6696 n.b. 0,4253 0,0431 0,2944 0,1099 0,1054 0,0001 0,0568 0,0214 n.b. n.b. 0,0320 0,0230
vergiftet Fluoren [mg/kg] 1,7226 0,1374 0,7024 0,0499 0,5901 0,0902 0,6034 0,0215 0,2974 0,2575 0,3644 0,0366 0,1757 0,0963 0,6228 0,0894
abbauaktiv Phenanthren [mg/kg] 0,3278 0,0521 0,4038 0,0407 0,3225 0,0247 0,2112 0,0359 0,4224 0,0181 0,0662 0,0198 0,0684 0,0189 0,0569 0,0329
vergiftet Phenanthren [mg/kg] 0,4293 0,0457 0,4332 0,0181 0,4278 0,0111 0,3412 0,0353 0,1382 0,0224 0,3700 0,0142 0,2092 0,0659 0,3669 0,0567
abbauaktiv Anthracen [mg/kg] 0,4132 0,0769 n.b. n.b. 0,3409 0,0232 0,1755 0,0027 0,3798 n.b. 0,1232 0,0208 0,1219 0,0010 0,1090 0,0331
vergiftet Anthracen [mg/kg] 0,5135 0,0520 n.b. n.b. 0,4295 0,0122 0,2246 0,0310 0,1847 0,0424 0,3959 0,0089 0,1231 0,0281 0,1775 0,0482
abbauaktiv Fluoranthen [mg/kg] 1,0673 0,1985 1,1862 0,1558 1,0321 0,0642 0,6494 0,0747 1,2574 0,0059 0,2711 0,0957 0,2410 0,0985 0,2342 0,2162
vergiftet Fluoranthen [mg/kg] 1,2930 0,1275 1,2978 0,0772 1,3456 0,0021 1,0038 0,1023 0,4681 0,0749 1,2571 0,0013 0,6770 0,3133 1,1330 0,1832
abbauaktiv Pyren [mg/kg] 0,6363 0,1113 0,7289 0,0504 0,6301 0,0353 0,4214 0,0575 0,7387 0,0169 0,2281 0,0815 0,1836 0,0477 0,1562 0,1323
vergiftet Pyren [mg/kg] 0,7676 0,0823 0,7893 0,0435 0,7963 0,0011 0,6078 0,0664 0,3145 0,0386 0,7338 0,0010 0,4257 0,1889 0,6550 0,1040
abbauaktiv Benzo(a)anthracen [mg/kg] 0,2090 0,0346 0,2360 0,0119 0,2151 0,0080 0,1252 0,0131 0,2460 0,0063 0,0581 0,0219 n.b. n.b. 0,0551 0,0553
vergiftet Benzo(a)anthracen [mg/kg] 0,2527 0,0268 0,2570 0,0141 0,2608 0,0014 0,1882 0,0155 0,0961 0,0087 0,2329 0,0016 n.b. n.b. 0,2062 0,0356
abbauaktiv Chrysen [mg/kg] 0,2402 0,0387 0,2635 0,0139 0,2333 0,0092 0,1462 0,0199 0,2606 0,0038 0,0747 0,0233 0,0459 0,0224 0,0611 0,0565
vergiftet Chrysen [mg/kg] 0,2863 0,0293 0,2866 0,0156 0,2861 0,0006 0,2169 0,0247 0,1127 0,0224 0,2687 0,0011 0,1127 0,0428 0,2395 0,0403
abbauaktiv Benzo(b)fluoranthen [mg/kg] 0,2405 0,0106 0,2559 0,0120 0,2474 0,0100 0,1901 0,0028 0,2371 0,0026 0,1772 0,0288 0,1887 0,0225 0,1602 0,0659
vergiftet Benzo(b)fluoranthen [mg/kg] 0,3537 0,0282 0,2759 0,0163 0,2534 0,0058 0,1955 0,0215 0,0904 0,1269 0,2461 0,0019 0,1269 0,0307 0,2224 0,0379
abbauaktiv Benzo(k)fluoranthen [mg/kg] 0,0971 0,0125 0,1114 0,0055 0,1172 0,0101 0,0757 0,0001 0,1116 0,0052 0,0681 0,0162 0,0679 0,0182 0,0607 0,0346
vergiftet Benzo(k)fluoranthen [mg/kg] 0,1159 0,0123 0,1073 0,0067 0,1210 0,0002 0,0820 0,0026 0,0809 0,0135 0,1024 0,0011 0,0502 0,0175 0,0911 0,0178
abbauaktiv Benzo(a)pyren [mg/kg] 0,0431 0,0074 0,0500 0,0006 0,0546 0,0008 0,0396 0,0022 0,0492 0,0001 0,0336 0,0021 0,0339 0,0114 0,0310 0,0097
vergiftet Benzo(a)pyren [mg/kg] 0,0508 0,0069 0,0536 0,0034 0,0538 0,0016 0,0382 0,0031 0,0415 0,0035 0,0468 0,0013 n.b. n.b. 0,0442 0,0020
abbauaktiv Dibenz(ah)anthracen [mg/kg] 0,1457 0,0225 0,1180 n.b. 0,1889 0,0104 0,1316 0,0170 0,1493 0,0030 0,1591 0,0164 0,0218 0,0090 0,1864 0,0162
vergiftet Dibenz(ah)anthracen [mg/kg] 0,1777 0,0172 n.b. n.b. 0,1710 0,0099 n.b. n.b. 0,1488 0,0028 0,1296 0,0148 0,1913 0,0034 0,1405 0,0290
abbauaktiv Benzo(ghi )perylen [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. 0,0126 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
vergiftet Benzo(ghi )perylen [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. 0,0050 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Indeno(1,2,3-cd)pyren [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. 0,1073 0,0362 0,0911 n.b. 0,0977 0,0066
vergiftet Indeno(1,2,3-cd)pyren [mg/kg] n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. 0,0744 n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b. n.b.
abbauaktiv Summe PAK [mg/kg] 6,0678 0,3909 5,2554 0,9932 4,9711 0,1164 3,2433 0,5808 5,3981 0,3580 1,9725 0,4390 1,4884 0,2183 1,5703 0,5977
vergiftet Summe PAK [mg/kg] 7,9456 0,6629 5,9965 0,0079 6,2697 0,0966 4,9597 0,3288 2,5128 0,3933 5,3360 0,1376 2,3455 0,2705 5,3835 0,8804

Anhang A.4 Ergebnisse Mikrokosmenversuche 154
Tabelle A.4–13: Ergebnisse der Mikrokosmenversuche zum Prozessverständnis: Eisen- und
Sulfatreduktion - Probenahmestelle T14. Erste Versuchsreihe: gelagertes
Grundwasser (MW und Stabw von zwei Parallelansätzen).
Mikrokosmen mit Grundwasser - Eisen- und Sulfatreduktion - gelagertes Wasser
T14 Gesamtübersicht Wasser
Probenahme
Inkubationstag
1. Probenahme 2. Probenahme 3. Probenahme 4. Probenahme 5. Probenahme
1 28 91 150
210
Ansatz Parameter Einheit MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw
Fe(III)-red. Fe(II) [mg/l] 0,44 0,03 2,74 0,25 11,63 0,26 19,20 3,13 9,85 4,00
SO 4-red. Fe(II) [mg/l] 1,08 0,13 1,62 0,97 0,38 0,03 0,53 0,04 0,41 0,05
vergiftet Fe gesamt [mg/l] 1,02 0,31 0,36 0,05 0,27 0,02 0,69 0,01 0,68 0,03
Fe(III)-red. Fe gesamt [mg/l] 1,50 0,39 4,30 0,54 9,26 0,05 19,92 0,51 17,20 4,36
SO 4-red. Fe gesamt [mg/l] 3,74 1,46 1,51 0,62 1,22 0,02 5,69 0,07 5,49 0,10
vergiftet SO 4 [mg/l] 456 34 467 12 464 5 472 3 489 2
Fe(III)-red. SO 4 [mg/l] 418 13 481 3 417 29 0 0 0 0
SO 4-red. SO 4 [mg/l] 424 4 484 10 442 9 101 36 0 0
vergiftet Naphthalin [mg/l] 0,1207 0,0075 0,0425 0,0001 0,0400 0,0023 n.b. n.b. n.b. n.b.
Fe(III)-red. Naphthalin [mg/l] 0,1038 0,0023 0,0427 0,0035 0,0294 0,0001 n.b. n.b. n.b. n.b.
SO 4-red. Naphthalin [mg/l] 0,1140 0,0118 0,0406 0,0023 0,0371 0,0027 n.b. n.b. n.b. n.b.
vergiftet Acenaphthen [mg/l] 0,1603 0,0033 0,0594 0,0007 0,0506 0,0059 n.b. n.b. n.b. n.b.
Fe(III)-red. Acenaphthen [mg/l] 0,1529 0,0032 0,0580 0,0027 0,0382 0,0051 n.b. n.b. n.b. n.b.
SO 4-red. Acenaphthen [mg/l] 0,1423 0,0000 0,0551 0,0005 0,0511 0,0001 n.b. n.b. n.b. n.b.
vergiftet Fluoren [mg/l] 0,0895 0,0250 0,0169 0,0010 0,0167 0,0028 n.b. n.b. n.b. n.b.
Fe(III)-red. Fluoren [mg/l] 0,0465 0,0003 0,0170 0,0010 0,0147 0,0006 n.b. n.b. n.b. n.b.
SO 4-red. Fluoren [mg/l] 0,0500 0,0177 0,0157 0,0000 0,0218 0,0009 n.b. n.b. n.b. n.b.
vergiftet Benzol [mg/l] 0,1235 0,1747 0,1108 0,1566 0,0769 0,1087 0,3506 0,0202 0,2880 0,0582
Fe(III)-red. Benzol [mg/l] 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0584 0,0825 0,3983 0,0140 0,1436 0,2031
SO 4-red. Benzol [mg/l] 0,0774 0,1094 0,0589 0,0833 0,0797 0,1126 0,3508 0,0518 0,2596 0,1271
vergiftet Toluol [mg/l] 7,7408 0,0778 6,0160 0,2229 4,2815 0,0677 3,7611 0,1068 2,5555 0,0062
Fe(III)-red. Toluol [mg/l] 7,7961 0,3653 5,8864 0,1437 1,3013 1,1092 0,2221 0,0011 0,2514 0,0028
SO 4-red. Toluol [mg/l] 8,3262 0,0215 6,3258 0,1093 4,3229 0,0162 0,5726 0,4585 0,3166 0,0950
vergiftet Ethylbenzol [mg/l] 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,2161 0,0012
Fe(III)-red. Ethylbenzol [mg/l] 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,2169 0,0008
SO 4-red. Ethylbenzol [mg/l] 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,2177 0,0001
vergiftet m-,p- Xylol [mg/l] 0,0533 0,0074 0,0276 0,0111 0,0287 0,0185 0,4451 0,0052 0,4376 0,0020
Fe(III)-red. m-,p- Xylol [mg/l] 0,0815 0,0047 0,0438 0,0017 0,0212 0,0025 0,4549 0,0011 0,4449 0,0069
SO 4-red. m-,p- Xylol [mg/l] 0,0336 0,0062 0,0116 0,0008 0,0000 0,0000 0,4301 0,0030 0,4306 0,0008
vergiftet o- Xylol [mg/l] 0,0517 0,0030 0,0445 0,0054 0,0338 0,0003 0,2461 0,0037 0,2437 0,0004
Fe(III)-red. o- Xylol [mg/l] 0,0646 0,0004 0,0521 0,0016 0,0380 0,0018 0,2415 0,0007 0,2414 0,0034
SO 4-red. o- Xylol [mg/l] 0,0490 0,0013 0,0385 0,0008 0,0258 0,0006 0,2374 0,0035 0,2391 0,0008

Anhang A.4 Ergebnisse Mikrokosmenversuche 155
Tabelle A.4–14: Ergebnisse der Mikrokosmenversuche zum Prozessverständnis: Eisen- und
Sulfatreduktion - Probenahmestelle T14. Zweite Versuchsreihe: frisches
Grundwasser (MW und Stabw von zwei Parallelansätzen).
Mikrokosmen mit Grundwasser - Eisen- und Sulfatreduktion - frisches Wasser
T14 Gesamtübersicht Wasser
Probenahme
1. Probenahme 2. Probenahme 3. Probenahme 4. Probenahme 5. Probenahme 6. Probenahme 7. Probenahme
Inkubationstag
1 29
57 92
147
196
267
Ansatz Parameter Einheit MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw
Fe(III)-red. Fe(II) [mg/l] 5,00 0,56 16,31 1,56 26,10 5,72 9,59 3,28 1,40 0,51 1,49 0,37 1,25 0,14
SO4-red. Fe(II) [mg/l] 0,59 0,20 0,42 0,06 0,35 0,03 0,44 0,13 0,50 0,04 0,81 0,06 0,33 0,03
vergiftet Fe gesamt [mg/l] 10,21 0,07 9,42 0,10 0,59 0,00 0,60 0,01 1,13 0,34 0,36 0,18 0,14 0,07
Fe(III)-red. Fe gesamt [mg/l] 11,21 0,23 22,08 0,40 66,08 0,67 15,72 4,72 8,16 1,09 3,41 0,40 1,66 0,57
SO4-red. Fe gesamt [mg/l] 1,87 0,13 2,55 0,07 3,94 0,01 4,74 0,06 5,87 0,05 0,21 0,01 0,11 0,07
vergiftet SO4 [mg/l] 513 11 518 0 521 0 518 3 649 23 630 3 594 4
Fe(III)-red. SO4 [mg/l] 527 16 493 2 301 8 149 14 133 17 120 27 68 25
SO4-red. SO4 [mg/l] 519 0 521 1 515 0 414 1 463 7 472 20 352 2
vergiftet Naphthalin [mg/l] 3,7325 0,3039 2,8807 0,0221 1,7793 0,2249 3,8158 0,1697 3,4330 0,0187 1,6489 0,5945 1,8490 0,1475
Fe(III)-red. Naphthalin [mg/l] 3,8467 0,2558 2,2368 0,1241 1,0909 0,1068 1,5807 0,2965 1,7707 0,2132 2,1023 1,2427 1,0496 0,1276
SO4-red. Naphthalin [mg/l] 3,5482 0,0708 2,1459 0,0068 1,8231 0,0796 2,8868 0,0494 3,6237 0,3210 5,0295 0,2242 1,8391 0,1543
vergiftet Acenaphthen [mg/l] 0,0289 0,0021 0,0134 0,0008 0,0167 0,0024 0,0314 0,0036 0,0557 0,0356 0,0158 0,0036 0,0162 0,0013
Fe(III)-red. Acenaphthen [mg/l] 0,0279 0,0042 0,0090 0,0001 0,0082 0,0020 0,0149 0,0019 0,0195 0,0004 0,0243 0,0157 0,0117 0,0019
SO4-red. Acenaphthen [mg/l] 0,0226 0,0007 0,0105 0,0006 0,0138 0,0014 0,0210 0,0004 0,0862 0,0083 0,0369 0,0006 0,0146 0,0015
vergiftet Fluoren [mg/l] 0,0127 0,0003 0,0136 0,0012 0,0044 0,0001 0,0108 0,0003 0,0116 0,0012 0,0039 0,0007 0,0036 0,0002
Fe(III)-red. Fluoren [mg/l] 0,0107 0,0003 0,0046 0,0065 0,0000 0,0000 0,0022 0,0001 0,0004 0,0005 0,0021 0,0008 0,0000 0,0000
SO4-red. Fluoren [mg/l] 0,0000 0,0000 0,0048 0,0068 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000
vergiftet Benzol [mg/l] 21,1184 0,4909 20,8545 0,2283 17,5996 0,1049 17,3125 0,6035 12,8814 0,8886 10,9595 0,2595 7,5978 0,3470
Fe(III)-red. Benzol [mg/l] 21,1427 0,1173 20,5080 0,5444 17,3484 0,9630 16,9369 0,1743 13,5334 0,3395 9,6201 0,0564 5,8127 0,7888
SO4-red. Benzol [mg/l] 20,5697 0,4634 20,1424 0,3620 17,2989 n.b. 17,6879 0,0334 14,2221 0,1528 11,6315 0,4621 6,7793 1,0758
vergiftet Toluol [mg/l] 11,7108 0,1270 12,3032 0,0401 10,3377 0,0112 10,0002 0,5618 7,3688 0,1687 6,1831 0,1341 4,1078 0,1651
Fe(III)-red. Toluol [mg/l] 11,7438 0,0142 11,5203 0,2193 2,6087 0,3986 0,4993 0,0070 0,4262 0,0021 0,3885 0,0057 0,3036 0,0033
SO4-red. Toluol [mg/l] 11,2785 0,3152 11,8226 0,1585 10,0244 n.b. 7,6771 0,4925 5,5889 0,3140 4,2521 0,2312 2,0361 0,2700
vergiftet Ethylbenzol [mg/l] 0,2532 0,0051 0,5100 0,0019 0,4576 0,0037 0,4336 0,0168 0,3643 0,0052 0,3303 0,0007 0,2804 0,0025
Fe(III)-red. Ethylbenzol [mg/l] 0,2556 0,0024 0,5009 0,0101 0,4552 0,0142 0,4226 0,0018 0,3726 0,0063 0,3261 0,0021 0,2838 0,0022
SO4-red. Ethylbenzol [mg/l] 0,2439 0,0106 0,4934 0,0016 0,4481 n.b. 0,4367 0,0005 0,3808 0,0030 0,3435 0,0050 0,2766 0,0063
vergiftet m-,p- Xylol [mg/l] 3,6032 0,0294 4,1990 0,0092 3,5519 0,0237 3,3555 0,2034 2,4983 0,0127 2,1259 0,0036 1,4797 0,0200
Fe(III)-red. m-,p- Xylol [mg/l] 3,6224 0,0010 4,1073 0,0985 3,4862 0,1668 3,2884 0,0424 1,6660 0,3482 0,8701 0,0149 0,6957 0,0008
SO4-red. m-,p- Xylol [mg/l] 3,4607 0,1201 4,0347 0,0360 3,4702 n.b. 3,4332 0,0020 2,7497 0,0384 2,3008 0,0583 1,4309 0,0945
vergiftet o- Xylol [mg/l] 1,0365 0,0100 1,3265 0,0008 1,1737 0,0018 1,1441 0,0419 0,9199 0,0209 0,8532 0,0231 0,6619 0,0256
Fe(III)-red. o- Xylol [mg/l] 1,0470 0,0005 1,2919 0,0194 1,1231 0,0450 1,0776 0,0102 0,9068 0,0084 0,7437 0,0091 0,6017 0,0116
SO4-red. o- Xylol [mg/l] 1,0025 0,0270 1,2820 0,0103 1,1528 n.b. 1,1536 0,0001 0,9777 0,0076 0,9026 0,0110 0,6234 0,0246

Anhang A.4 Ergebnisse Mikrokosmenversuche 156
Tabelle A.4–15: Ergebnisse der Mikrokosmenversuche zum Prozessverständnis: Eisen- und
Sulfatreduktion - Probenahmestelle T14. Dritte Versuchsreihe: frisches
Grundwasser, eisen-, sulfat- und gemischte eisen- und sulfatreduzierende
Bedingungen (MW und Stabw von zwei Parallelansätzen).
Mikrokosmen mit Grundwasser - Eisen- /Sulfatreduktion und gemischten Bed. (Fe(III) + SO 4-red.)
T14 Gesamtübersicht Wasser
Probenahme
Inkubationstag
1. Probenahme 2. Probenahme 3. Probenahme 4. Probenahme 5. Probenahme
1 28 79 111
153
Ansatz Parameter Einheit MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw
Fe(III)/SO 4-red. Fe(II) [mg/l] 5,6 1,2 19,7 0,6 11,4 0,1 4,9 0,7 4,2 4,2
SO 4-red. Fe(II) [mg/l] 1,2 0,1 0,5 0,1 0,4 0,0 2,1 1,4 0,3 0,0
vergiftet Fe gesamt [mg/l] 8,62 0,06 0,54 n.b. 0,18 n.b. 0,11 0,07 0,06 n.b.
Fe(III)-red. Fe gesamt [mg/l] 9,40 0,51 1,89 0,37 25,53 2,00 24,53 2,86 11,09 1,58
Fe(III)/SO 4-red. Fe gesamt [mg/l] 10,34 0,10 7,21 0,42 29,51 0,54 15,88 1,30 19,09 n.b.
SO 4-red. Fe gesamt [mg/l] 0,35 0,03 3,54 0,01 0,10 0,03 2,08 2,69 0,08 n.b.
vergiftet SO 4 [mg/l] 414 19 388 12 337 5 358 9 312 5
Fe(III)-red. SO 4 [mg/l] 383 8 405 37 314 4 347 1 315 4
Fe(III)/SO 4-red. SO 4 [mg/l] 379 3 380 22 259 4 253 18 195 4
SO 4-red. SO 4 [mg/l] 390 8 376 3 332 6 353 8 303 19
vergiftet Naphthalin [mg/l] 4,0908 0,1593 2,1082 0,2848 4,0118 0,2069 5,8316 0,2913 7,0216 1,0247
Fe(III)-red. Naphthalin [mg/l] 3,6783 0,0212 2,9690 0,1958 3,9526 0,3499 5,6133 0,1809 4,6240 0,1541
Fe(III)/SO 4-red. Naphthalin [mg/l] 4,0486 n.b. 2,7481 0,0653 3,7468 0,1574 3,7358 0,6215 2,3461 0,5359
SO 4-red. Naphthalin [mg/l] 4,7608 0,4182 2,6573 0,0265 3,8666 0,2637 5,6278 0,6002 3,4174 0,0564
vergiftet Acenaphthen [mg/l] 0,0336 0,0012 0,0164 0,0023 0,0332 0,0006 0,0524 0,0044 0,0616 0,0046
Fe(III)-red. Acenaphthen [mg/l] 0,0292 0,0008 0,0235 0,0015 0,0327 0,0021 0,0533 0,0019 0,0421 0,0008
Fe(III)/SO 4-red. Acenaphthen [mg/l] 0,0216 0,0109 0,0212 0,0003 0,0240 0,0015 0,0282 0,0014 0,0227 0,0039
SO 4-red. Acenaphthen [mg/l] 0,0357 0,0018 0,0184 0,0002 0,0265 0,0009 0,0425 0,0002 0,0260 0,0034
vergiftet Fluoren [mg/l] 0,0073 0,0051 0,0031 0,0007 0,0099 0,0016 0,0173 0,0019 0,0210 0,0027
Fe(III)-red. Fluoren [mg/l] 0,0062 0,0017 0,0043 0,0013 0,0102 0,0001 0,0160 0,0037 0,0138 0,0005
Fe(III)/SO 4-red. Fluoren [mg/l] 0,0046 0,0040 0,0038 0,0007 0,0000 0,0000 0,0032 0,0005 0,0032 0,0014
SO 4-red. Fluoren [mg/l] 0,0099 0,0010 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0027 0,0038 0,0046 0,0009
vergiftet Benzol [mg/l] 26,2718 0,7355 22,3712 0,4002 22,9978 1,2760 18,5126 2,0342 14,4400 0,4591
Fe(III)-red. Benzol [mg/l] 26,4044 1,2682 24,0104 0,0641 23,1334 0,7620 19,6393 0,5528 13,3871 0,4163
Fe(III)/SO 4-red. Benzol [mg/l] 26,8086 0,1769 23,7231 1,6355 22,6037 1,3570 19,5544 0,4184 17,2188 n.b.
SO 4-red. Benzol [mg/l] 27,0905 1,1503 25,6749 0,0895 22,6754 0,7626 19,1038 3,5720 14,4571 1,1384
vergiftet Toluol [mg/l] 21,5158 0,2524 18,0829 0,0224 18,6067 0,8956 14,9776 1,0222 11,3211 0,6659
Fe(III)-red. Toluol [mg/l] 21,9325 0,3403 19,4888 0,3833 18,3021 0,4819 15,1072 0,3744 10,7271 0,3583
Fe(III)/SO 4-red. Toluol [mg/l] 22,1967 0,0122 18,8612 1,0588 6,6459 1,1199 2,0206 0,0880 1,2341 n.b.
SO 4-red. Toluol [mg/l] 21,9544 0,8980 20,4922 0,0460 18,1323 0,4933 16,2896 1,5050 11,0692 1,4821
vergiftet Ethylbenzol [mg/l] 0,5858 0,0015 0,5058 0,0008 0,5204 0,0127 0,4467 0,0129 0,3876 0,0119
Fe(III)-red. Ethylbenzol [mg/l] 0,5677 0,0030 0,5301 0,0028 0,5228 0,0098 0,4582 0,0069 0,3796 0,0027
Fe(III)/SO 4-red. Ethylbenzol [mg/l] 0,5647 0,0021 0,5310 0,0218 0,5132 0,0076 0,4707 0,0055 0,4129 n.b.
SO 4-red. Ethylbenzol [mg/l] 0,5694 0,0009 0,5603 0,0006 0,5142 0,0045 0,4725 0,0316 0,3850 0,0236
vergiftet m-,p- Xylol [mg/l] 5,8161 0,0458 4,8199 0,0229 4,9434 0,2105 4,0250 0,2225 3,0837 0,1662
Fe(III)-red. m-,p- Xylol [mg/l] 5,8696 0,0371 5,1761 0,0798 4,9953 0,1081 4,1647 0,0646 3,0298 0,0402
Fe(III)/SO 4-red. m-,p- Xylol [mg/l] 5,8957 0,0055 5,1204 0,2757 4,8686 0,1087 4,2810 0,0602 3,5000 n.b.
SO 4-red. m-,p- Xylol [mg/l] 5,8477 0,2015 5,4402 0,0290 4,8306 0,1540 4,3429 0,4196 3,0770 0,3509
vergiftet o- Xylol [mg/l] 1,6384 0,0023 1,4002 0,0035 1,4762 0,0546 1,2782 0,0545 1,0808 0,0476
Fe(III)-red. o- Xylol [mg/l] 1,6593 0,0066 1,5085 0,0174 1,4870 0,0380 1,3153 0,0042 1,0774 0,0078
Fe(III)/SO 4-red. o- Xylol [mg/l] 1,6594 0,0057 1,4991 0,0540 1,4503 0,0199 1,3227 0,0066 1,2051 n.b.
SO 4-red. o- Xylol [mg/l] 1,6653 0,0390 1,5743 0,0031 1,4525 0,0264 1,3684 0,0946 1,1005 0,0831

Anhang A.4 Ergebnisse Mikrokosmenversuche 157
Tabelle A.4–16: Merfachbeprobte aerobe Mikrokosmen zur Bestimmung des ENA-Potentials -
Probenahmestelle T9 (MW und Stabw von zwei Parallelansätzen).
Mehrfachbeprobte aerobe Mikrokosmen mit Grundwasser (ENA)
T9 Gesamtübersicht Wasser
Probenahme
1. Probenahme 2. Probenahme 3. Probenahme 4. Probenahme 5. Probenahme 6. Probenahme
Inkubationstag
1 4 8 11
15
22
Ansatz Parameter Einheit MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw
abbauaktiv Naphthalin [mg/l] 5,5272 0,2411 5,4485 0,3712 5,3937 0,0894 2,6584 0,6471 0,3888 0,2790 0,0291 0,0031
vergiftet Naphthalin [mg/l] 5,5048 0,5835 5,5053 0,2506 5,2387 0,5424 5,2629 0,1455 4,8386 0,0505 4,7598 0,2390
abbauaktiv Acenaphthen [mg/l] 0,1159 0,0031 0,1216 0,0061 0,1186 0,0007 0,1072 0,0044 0,1012 0,0039 0,0961 0,0012
vergiftet Acenaphthen [mg/l] 0,1119 0,0128 0,1201 0,0016 0,1155 0,0077 0,1126 0,0036 0,0997 0,0018 0,0978 0,0011
abbauaktiv Fluoren [mg/l] 0,0275 0,0030 0,0297 0,0074 0,0264 0,0012 0,0250 0,0007 0,0221 0,0027 0,0177 0,0020
vergiftet Fluoren [mg/l] 0,0278 0,0056 0,0285 0,0017 0,0263 0,0012 0,0260 0,0009 0,0191 0,0025 0,0164 0,0009
abbauaktiv Benzol [mg/l] 20,7386 0,2997 13,7219 0,5720 5,1530 1,0697 0,4911 0,0853 0,3206 0,0421 0,2338 0,0076
vergiftet Benzol [mg/l] 19,9734 0,7602 16,6927 0,0489 12,7032 0,0078 8,0555 0,6410 6,3921 0,1933 5,4311 0,2858
abbauaktiv Toluol [mg/l] 0,9637 0,0162 0,5835 0,0261 0,1961 0,0371 0,2258 0,0036 0,2823 0,0416 0,2221 0,0014
vergiftet Toluol [mg/l] 0,9359 0,0363 0,7692 0,0053 0,5968 0,0063 0,5812 0,0289 0,5040 0,0096 0,4496 0,0127
abbauaktiv Ethylbenzol [mg/l] 0,2388 0,0067 0,1487 0,0078 0,0439 0,0151 0,2147 0,0028 0,2139 0,0002 0,2135 0,0016
vergiftet Ethylbenzol [mg/l] 0,2393 0,0070 0,1810 0,0013 0,1249 0,0030 0,3077 0,0107 0,2799 0,0026 0,2650 0,0040
abbauaktiv m-,p- Xylol [mg/l] 1,9671 0,0347 1,5791 0,0040 1,2082 0,0342 1,1478 0,0260 1,2420 0,2177 0,8704 0,0236
vergiftet m-,p- Xylol [mg/l] 1,9649 0,0798 1,5638 0,0145 1,1837 0,0177 1,1930 0,0647 1,0071 0,0214 0,8885 0,0243
abbauaktiv o- Xylol [mg/l] 0,6997 0,0127 0,6130 0,0156 0,5037 0,0033 0,5565 0,0152 0,5533 0,0576 0,4601 0,0090
vergiftet o- Xylol [mg/l] 0,7117 0,0250 0,6030 0,0076 0,4891 0,0075 0,5666 0,0206 0,5016 0,0079 0,4662 0,0076
Probenahme
7. Probenahme 8. Probenahme 9. Probenahme 10. Probenahme 11. Probenahme
Inkubationstag
30
36
79
86
101
Ansatz Parameter Einheit MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw
abbauaktiv Naphthalin [mg/l] 0,0050 0,0034 0,0007 0,0009 0,0019 0,0024 0,0106 0,0134 0,0449 0,0509
vergiftet Naphthalin [mg/l] 2,1909 0,0338 3,0851 1,1180 5,5452 0,1519 2,9075 0,0291 1,9688 0,2297
abbauaktiv Acenaphthen [mg/l] 0,0829 0,0085 0,0488 0,0041 0,0497 0,0012 0,0351 0,0040 0,0224 0,0161
vergiftet Acenaphthen [mg/l] 0,0462 0,0005 0,0753 0,0301 0,1375 0,0048 0,0659 0,0011 0,0424 0,0088
abbauaktiv Fluoren [mg/l] 0,0217 0,0020 0,0134 0,0054 0,0093 0,0002 0,0069 0,0003 0,0040 0,0017
vergiftet Fluoren [mg/l] 0,0118 0,0003 0,0131 0,0041 0,0249 0,0019 0,0133 0,0013 0,0083 0,0009
abbauaktiv Benzol [mg/l] 0,3251 0,0039 0,0929 0,1314 0,1187 0,0093 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000
vergiftet Benzol [mg/l] 4,2275 0,1211 3,9778 0,1073 3,8420 0,0291 3,6968 0,1955 3,4304 0,0629
abbauaktiv Toluol [mg/l] 0,2218 0,0007 0,2521 0,0064 0,2514 0,0028 0,0000 0,0000 0,2492 0,0010
vergiftet Toluol [mg/l] 0,3907 0,0061 0,4216 0,0029 0,4022 0,0013 0,3638 0,0013 0,3836 0,0014
abbauaktiv Ethylbenzol [mg/l] 0,2129 0,0013 0,2148 0,0013 0,2172 0,0008 0,0000 0,0000 0,2170 0,0007
vergiftet Ethylbenzol [mg/l] 0,2481 0,0020 0,2537 0,0021 0,2502 0,0004 0,2428 0,0002 0,2447 0,0005
abbauaktiv m-,p- Xylol [mg/l] 0,7310 0,0173 0,6785 0,1261 0,5388 0,1787 0,5555 0,1205 0,4328 0,0176
vergiftet m-,p- Xylol [mg/l] 0,7592 0,0132 0,7596 0,0107 0,7309 0,0028 0,7063 0,0034 0,6850 0,0008
abbauaktiv o- Xylol [mg/l] 0,4007 0,0073 0,3852 0,0614 0,2976 0,1073 0,3516 0,0118 0,2978 0,0685
vergiftet o- Xylol [mg/l] 0,4212 0,0065 0,4191 0,0054 0,4106 0,0035 0,3912 0,0040 0,3876 0,0011

Anhang A.4 Ergebnisse Mikrokosmenversuche 158
Tabelle A.4–17: Merfachbeprobte aerobe Mikrokosmen zur Bestimmung des ENA-Potentials -
Probenahmestelle T14 (MW und Stabw von zwei Parallelansätzen).
Mehrfachbeprobte aerobe Mikrokosmen mit Grundwasser (ENA)
T14 Gesamtübersicht Wasser
Probenahme
Inkubationstag
1. Probenahme 2. Probenahme
1 4
3. Probenahme 4. Probenahme
8 11
5. Probenahme
16
Ansatz Parameter Einheit MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw
abbauaktiv Naphthalin [mg/l] 3,9349 0,0702 3,5995 0,1395 3,3116 0,1712 0,5075 0,1324 0,0098 0,0080 0,0195 0,0256
vergiftet Naphthalin [mg/l] 3,1455 0,2124 3,7354 0,0650 3,5730 0,1092 3,5622 0,0847 2,9125 0,0798 1,9120 0,0111
abbauaktiv Acenaphthen [mg/l] 0,0272 0,0012 0,0260 0,0022 0,0244 0,0005 0,0271 0,0042 0,0541 0,0049 0,0632 0,0024
vergiftet Acenaphthen [mg/l] 0,0250 0,0036 0,0298 0,0003 0,0258 0,0004 0,0272 0,0011 0,0166 0,0024 0,0128 0,0003
abbauaktiv Fluoren [mg/l] 0,0113 0,0006 0,0106 0,0002 0,0098 0,0011 0,0093 0,0004 0,0095 0,0007 0,0116 0,0016
vergiftet Fluoren [mg/l] 0,0090 0,0008 0,0111 0,0001 0,0086 0,0011 0,0092 0,0029 0,0065 0,0003 0,0070 0,0006
abbauaktiv Benzol [mg/l] 15,8148 0,5465 11,5653 0,5155 5,8247 0,9236 0,9697 0,8972 0,2048 0,0534 0,2853 n.b.
vergiftet Benzol [mg/l] 17,4471 0,0757 13,1943 0,0660 10,0951 0,2560 5,7568 0,0882 5,1672 0,2007 4,6526 n.b.
abbauaktiv Toluol [mg/l] 8,9713 0,2633 6,2775 0,3817 2,6652 0,5909 0,6371 0,5179 0,2268 0,0073 0,2287 0,0091
vergiftet Toluol [mg/l] 9,8970 0,0811 7,3184 0,0137 5,6029 0,1313 3,4741 0,1061 3,0902 0,1044 2,6390 0,0472
abbauaktiv Ethylbenzol [mg/l] 0,1822 0,0050 0,1162 0,0060 0,0553 0,0079 0,2321 0,0078 0,2123 0,0020 0,2116 0,0013
vergiftet Ethylbenzol [mg/l] 0,2083 0,0006 0,1329 0,0027 0,0909 0,0064 0,2822 0,0011 0,2650 0,0015 0,2507 0,0049
abbauaktiv m-,p- Xylol [mg/l] 2,7381 0,0677 2,1351 0,0573 1,7242 0,0370 1,6010 0,2943 1,2056 0,3480 1,1522 0,1433
vergiftet m-,p- Xylol [mg/l] 3,0286 0,0281 2,1745 0,0046 1,6567 0,0361 1,3978 0,0209 1,2501 0,0297 1,1025 0,0172
abbauaktiv o- Xylol [mg/l] 0,8168 0,0132 0,6929 0,0216 0,5995 0,0209 0,6668 0,0844 0,5431 0,0863 0,5381 0,0469
vergiftet o- Xylol [mg/l] 0,8929 0,0044 0,7071 0,0016 0,5845 0,0122 0,5876 0,0132 0,5574 0,0093 0,5191 0,0062
Probenahme
7. Probenahme 8. Probenahme 9. Probenahme 10. Probenahme 11. Probenahme
Inkubationstag
30
36
79
86
101
Ansatz Parameter Einheit MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw
abbauaktiv Naphthalin [mg/l] 0,0155 0,0217 0,0016 0,0022 0,0275 0,0295 0,0330 0,0304 0,0258 0,0180
vergiftet Naphthalin [mg/l] 2,4228 0,0288 3,2641 1,2710 6,0670 0,1141 2,2236 2,2248 2,3499 0,1050
abbauaktiv Acenaphthen [mg/l] 0,0770 0,0011 0,0381 0,0154 0,0027 0,0002 0,0024 n.b. 0,0000 n.b.
vergiftet Acenaphthen [mg/l] 0,0124 0,0004 0,0185 0,0049 0,0612 0,0032 0,0217 0,0223 0,0219 0,0021
abbauaktiv Fluoren [mg/l] 0,0135 0,0025 0,0141 0,0005 0,0010 0,0004 0,0006 0,0001 0,0005 0,0002
vergiftet Fluoren [mg/l] 0,0059 0,0001 0,0077 0,0001 0,0137 0,0022 0,0061 0,0058 0,0028 0,0040
abbauaktiv Benzol [mg/l] 0,3018 0,0397 0,2210 0,0281 0,1900 0,0045 0,1463 0,0416 0,0000 0,0000
vergiftet Benzol [mg/l] 3,7719 0,2094 3,4997 0,2061 3,1585 0,3378 2,9029 0,2891 2,8124 0,1339
abbauaktiv Toluol [mg/l] 0,2295 0,0034 0,2638 0,0035 0,2525 0,0048 0,0000 0,0000 0,2438 0,0062
vergiftet Toluol [mg/l] 2,1540 0,1457 2,0707 0,1007 1,8454 0,1928 1,8280 0,1099 1,7094 0,1348
abbauaktiv Ethylbenzol [mg/l] 0,2114 0,0011 0,2186 0,0012 0,2170 0,0001 0,0000 0,0000 0,2162 0,0001
vergiftet Ethylbenzol [mg/l] 0,2418 0,0002 0,2463 0,0019 0,2434 0,0031 0,2351 0,0030 0,2397 0,0023
abbauaktiv m-,p- Xylol [mg/l] 0,9637 0,0909 0,9790 0,0854 0,6416 0,0074 0,0000 0,0000 0,4108 0,0005
vergiftet m-,p- Xylol [mg/l] 0,9554 0,0370 0,9347 0,0290 0,8652 0,0578 0,8364 0,0400 0,8201 0,0347
abbauaktiv o- Xylol [mg/l] 0,4701 0,0275 0,4903 0,0380 0,3553 0,0123 0,0000 0,0000 0,2210 0,0004
vergiftet o- Xylol [mg/l] 0,4755 0,0119 0,4715 0,0096 0,4494 0,0231 0,4309 0,0176 0,4310 0,0173
6. Probenahme
22

Anhang A.4 Ergebnisse Mikrokosmenversuche 159
Tabelle A.4–18: Ergebnisse der ENA-Mikrokosmen mit Nährstoff- (NPK) bzw. Nitratzugabe (NO3) -
Probenahestelle T9 (MW und Stabw von zwei Parallelansätzen).
Mehrfachbeprobte ENA-Mikrokosmen mit Grundwasser +NPK/+NO3 T9 Gesamtübersicht Wasser
Probenahme
1. Probenahme 2. Probenahme 3. Probenahme 4. Probenahme 5. Probenahme 6. Probenahme 7. Probenahme 8. Probenahme
Inkubationstag
1 29 88 144 207 305 361 424
Ansatz Parameter Einheit MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw
NPK Fe(II) [mg/l] 10,0 0,0 21,3 5,3 7,5 0,0 6,3 1,8 3,5 0,0 3,5 0,0 0,0 0,0 1,0 0,0
NO3 Fe(II) [mg/l] 13,8 5,3 3,5 2,1 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 2,0 0,0
NPK SO4 [mg/l] 636 3 587 5 555 8 599 0 609 6 540 7 572 8 543 10
NO3 SO4 [mg/l] 656 15 572 4 578 16 616 13 652 8 538 4 621 7 610 19
NO3 NO3 [mg/l] 690 54 589 7 604 14 537 16 561 22 507 16 467 21 409 8
NPK Redox vs NHE [mV] 55 4 -58 3 -16 6 -19 0 -90 6 -35 6 -106 1 -149 8
NO3 Redox vs NHE [mV] 107 18 66 1 131 5 59 11 -16 9 149 0 -2 3 -43 1
NPK Naphthalin [mg/l] 4,5168 0,0494 4,0559 0,7012 1,8181 0,0111 2,9011 0,1706 3,3370 0,0753 1,3622 0,0219 1,4878 0,1620 1,3255 0,1181
NO3 Naphthalin [mg/l] 4,5956 n.b. 3,8725 n.b. 1,7498 0,1077 2,3261 0,1129 2,0137 0,7243 1,8667 0,5707 1,2990 1,5721 0,4701 0,5742
NPK Acenaphthen [mg/l] 0,0707 0,0054 0,0698 0,0067 0,0550 0,0011 0,0642 0,0014 0,0990 0,0011 0,0458 0,0008 0,0539 0,0008 0,0496 0,0079
NO3 Acenaphthen [mg/l] 0,0726 n.b. 0,0673 n.b. 0,0536 0,0008 0,0556 0,0002 0,0802 0,0005 0,0782 0,0024 0,0936 0,0069 0,0828 0,0070
NPK Fluoren [mg/l] 0,0169 0,0081 0,0195 0,0044 0,0146 0,0005 0,0185 0,0001 0,0199 0,0002 0,0099 0,0004 0,0078 0,0023 0,0104 0,0022
NO3 Fluoren [mg/l] 0,0264 n.b. 0,0117 n.b. 0,0146 0,0005 0,0158 0,0011 0,0173 0,0049 0,0159 0,0026 0,0172 0,0007 0,0192 0,0031
NPK Benzol [mg/l] 17,7494 0,8742 16,9676 0,0276 15,3000 0,8132 14,5383 0,3190 14,8518 0,2683 12,0781 0,4198 10,9774 0,1451 9,2387 0,2099
NO3 Benzol [mg/l] 19,1445 0,8503 19,0811 0,1626 15,8294 0,5237 14,3731 0,4554 13,5963 0,2048 9,5486 0,5354 8,3702 0,5520 5,7705 0,2571
NPK Toluol [mg/l] 0,6369 0,0310 0,6129 0,0010 0,5440 0,0267 0,5136 0,0206 0,5105 0,0368 0,6008 0,0332 0,5885 0,0214 0,4900 0,0190
NO3 Toluol [mg/l] 0,6742 0,0277 0,6722 0,0107 0,5487 0,0038 0,4542 0,0014 0,4277 0,0248 0,5220 0,0120 0,5174 0,0204 0,3739 0,0560
NPK Ethylbenzol [mg/l] 0,3542 0,0193 0,3329 0,0056 0,2670 0,0305 0,2785 0,0273 0,1474 0,0276 0,3408 0,0116 0,3392 0,0062 0,2970 0,0057
NO3 Ethylbenzol [mg/l] 0,3727 0,0160 0,3465 0,0105 0,1381 0,0243 0,1007 0,0019 0,0000 0,0000 0,2098 0,0003 0,2151 0,0009 0,0000 0,0000
NPK m-,p- Xylol [mg/l] 1,2581 0,0723 1,1898 0,0137 0,5443 0,0270 1,0143 0,0198 0,2097 0,2332 0,5934 0,1839 0,5908 0,1493 0,5271 0,1236
NO3 m-,p- Xylol [mg/l] 1,3175 0,0552 1,3216 0,0197 1,0799 0,0136 0,5296 0,0015 0,8882 0,0003 1,1705 0,0245 1,0969 0,0100 0,8909 0,0031
NPK o- Xylol [mg/l] 0,5982 0,0273 0,5977 0,0007 0,5382 0,0206 1,0028 0,0402 0,4868 0,0088 0,6278 0,0074 0,6048 0,0003 0,5379 0,0063
NO3 o- Xylol [mg/l] 0,6305 0,0204 0,6497 0,0103 0,5582 0,0055 0,5375 0,0159 0,4911 0,0092 0,6256 0,0084 0,6132 0,0029 0,5149 0,0018

Anhang A.4 Ergebnisse Mikrokosmenversuche 160
Tabelle A.4–19: Ergebnisse der ENA-Mikrokosmen mit Nährstoff- (NPK) bzw. Nitratzugabe (NO3) -
Probenahestelle T10 (MW und Stabw von zwei Parallelansätzen).
Mehrfachbeprobte ENA-Mikrokosmen mit Grundwasser +NPK/+NO3 T10 Gesamtübersicht Wasser
Probenahme
1. Probenahme 2. Probenahme 3. Probenahme 4. Probenahme 5. Probenahme 6. Probenahme 7. Probenahme 8. Probenahme
Inkubationstag
1 29 88 144 207 305 361 424
Ansatz Parameter Einheit MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw
NPK Fe(II) [mg/l] 7,5 0,0 7,5 0,0 3,5 0,0 7,5 0,0 7,5 0,0 5,0 0,0 2,0 0,0 2,0 0,0
NO3 Fe(II) [mg/l] 10,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0
NPK SO4 [mg/l] 478 4 395 1 408 9 429 1 440 7 386 4 449 41 411 22
NO3 SO4 [mg/l] 460 3 407 13 384 3 434 8 437 14 393 2 441 17 417 10
NO3 NO3 [mg/l] 765 23 663 3 633 1 616 3 715 31 625 10 653 53 490 8
NPK Redox vs NHE [mV] 48 0 -49 1 -40 4 -3 1 -73 1 -46 1 -98 5 -114 1
NO3 Redox vs NHE [mV] 84 9 33 6 251 7 44 1 -4 22 27 1 -3 6 -83 1
NPK Naphthalin [mg/l] 0,4834 0,0318 0,3315 0,0332 0,0965 0,0184 0,0412 0,0180 0,0167 0,0043 0,0145 0,0063 0,0109 0,0002 0,0042 0,0030
NO3 Naphthalin [mg/l] 0,4574 0,0006 0,2324 0,0044 0,0088 0,0038 0,0115 0,0028 0,0090 0,0009 0,0074 0,0007 0,0050 0,0014 0,0108 0,0016
NPK Acenaphthen [mg/l] 0,2034 0,0080 0,1547 0,0115 0,0804 0,0092 0,0605 0,0093 0,0580 0,0035 0,0453 0,0056 0,0482 0,0093 0,0368 0,0077
NO3 Acenaphthen [mg/l] 0,1970 0,0068 0,1269 0,0057 0,0305 0,0076 0,0427 0,0091 0,0158 0,0194 0,0007 0,0003 0,0009 0,0006 0,0000 0,0000
NPK Fluoren [mg/l] 0,0568 0,0032 0,0441 0,0041 0,0307 0,0019 0,0212 0,0039 0,0181 0,0006 0,0114 0,0012 0,0123 0,0014 0,0084 0,0010
NO3 Fluoren [mg/l] 0,0588 0,0024 0,0381 0,0025 0,0100 0,0026 0,0113 0,0019 0,0042 0,0031 0,0015 0,0003 0,0014 0,0001 0,0007 0,0002
NPK Benzol [mg/l] 3,3531 0,1268 3,1358 0,1128 2,7649 0,0644 2,3121 0,2352 1,3958 0,1977 0,6561 0,2947 0,5101 0,2536 0,1944 0,2749
NO3 Benzol [mg/l] 3,7435 0,1896 3,6642 0,0342 2,7801 0,1107 1,2422 0,0929 0,0000 0,0000 0,2432 0,0095 0,2086 0,0012 0,0000 0,0000
NPK Toluol [mg/l] 0,0606 0,0006 0,0629 0,0008 0,0558 0,0001 0,0000 0,0000 0,0412 0,0015 0,2211 0,0017 0,2542 0,0011 0,0000 0,0000
NO3 Toluol [mg/l] 0,0631 0,0019 0,0622 0,0001 0,0541 0,0006 0,0000 0,0000 0,0325 0,0001 0,2183 0,0004 0,2491 0,0004 0,1075 0,1520
NPK Ethylbenzol [mg/l] 0,1890 0,0026 0,1505 0,0062 0,1155 0,0042 0,1033 0,0002 0,0000 0,0000 0,2106 0,0004 0,2177 0,0002 0,0000 0,0000
NO3 Ethylbenzol [mg/l] 0,2000 0,0074 0,0956 0,0001 0,0829 0,0008 0,1024 0,0006 0,0000 0,0000 0,2103 0,0002 0,2169 0,0005 0,0000 0,0000
NPK m-,p- Xylol [mg/l] 0,1252 0,0021 0,1095 0,0019 0,0935 0,0022 0,0827 0,0018 0,0000 0,0000 0,3968 0,0006 0,4123 0,0000 0,0000 0,0000
NO3 m-,p- Xylol [mg/l] 0,1294 0,0035 0,0998 0,0013 0,0801 0,0002 0,0757 0,0006 0,0000 0,0000 0,3952 0,0004 0,4109 0,0000 0,0000 0,0000
NPK o- Xylol [mg/l] 0,1040 0,0017 0,1048 0,0009 0,1017 0,0004 0,0964 0,0009 0,0175 0,0045 0,2264 0,0050 0,2322 0,0016 0,2126 0,0030
NO3 o- Xylol [mg/l] 0,1072 0,0035 0,1070 0,0006 0,1002 0,0019 0,0965 0,0012 0,0000 0,0000 0,2136 0,0004 0,2206 0,0014 0,1034 0,1462

Anhang A.4 Ergebnisse Mikrokosmenversuche 161
Tabelle A.4–20: Ergebnisse der ENA-Mikrokosmen mit Nährstoff- (NPK) bzw. Nitratzugabe (NO3) -
Probenahestelle T14 (MW und Stabw von zwei Parallelansätzen).
Mehrfachbeprobte ENA-Mikrokosmen mit Grundwasser +NPK/+NO3 T14 Gesamtübersicht Wasser
Probenahme
1. Probenahme 2. Probenahme 3. Probenahme 4. Probenahme 5. Probenahme 6. Probenahme 7. Probenahme 8. Probenahme
Inkubationstag
1 29 88 144 207 305 361 424
Ansatz Parameter Einheit MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw
NPK Fe(II) [mg/l] 7,5 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 2,3 1,8
NO3 Fe(II) [mg/l] 7,5 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,5 0,7
NPK SO4 [mg/l] 478 4 413 3 370 2 416 6 418 17 361 10 395 67 350 15
NO3 SO4 [mg/l] 460 3 414 0 423 3 479 7 492 20 431 8 495 17 451 2
NO3 NO3 [mg/l] 671 5 630 9 355 6 333 29 424 50 285 14 245 37 135 7
NPK Redox vs NHE [mV] 43 5 -79 1 -118 1 -99 4 -124 5 -71 1 -144 1 -158 1
NO3 Redox vs NHE [mV] 96 10 -13 4 -20 1 25 1 29 1 63 3 -55 0 -50 4
NPK Naphthalin [mg/l] 6,3756 0,4223 4,1897 0,5221 2,6205 0,2428 4,1589 0,0546 1,9975 1,7986 5,3225 0,0041 5,8116 0,3266 5,3735 0,0625
NO3 Naphthalin [mg/l] 6,3602 0,0601 4,5369 0,2958 2,5022 0,1556 2,5347 0,0410 1,5326 0,5415 0,3233 0,1822 0,2608 0,0376 0,1592 0,0355
NPK Acenaphthen [mg/l] 0,0342 0,0006 0,0308 0,0011 0,0304 0,0082 0,0224 0,0011 0,0221 0,0053 0,0234 0,0017 0,0484 0,0010 0,0384 0,0051
NO3 Acenaphthen [mg/l] 0,0331 0,0001 0,0328 0,0036 0,0590 0,0063 0,0309 0,0008 0,0207 0,0066 0,0306 0,0000 0,0605 0,0011 0,0503 0,0032
NPK Fluoren [mg/l] 0,0034 0,0004 0,0000 0,0000 0,0066 0,0063 0,0029 0,0004 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000
NO3 Fluoren [mg/l] 0,0045 0,0009 0,0000 0,0000 0,0065 0,0062 0,0055 0,0010 0,0000 0,0000 0,0050 0,0071 0,0145 0,0016 0,0086 0,0009
NPK Benzol [mg/l] 16,2101 0,2256 16,3029 0,3793 14,0511 0,3733 13,6896 0,1566 13,6888 0,3851 11,7955 0,0070 10,7753 0,4253 9,0069 0,8532
NO3 Benzol [mg/l] 16,7685 0,0042 16,4973 0,0153 14,0921 0,3661 13,2158 0,8214 12,1382 0,7205 9,1047 0,1281 6,9601 0,5875 4,3868 0,7428
NPK Toluol [mg/l] 11,8619 0,1642 11,8297 0,2802 3,5953 0,3668 3,4396 0,2939 3,4328 0,0993 2,2485 0,1710 1,7148 0,0221 1,3034 0,1346
NO3 Toluol [mg/l] 12,3860 0,0384 7,1398 0,0239 3,3121 0,0008 2,9784 0,0996 2,5606 0,0013 1,4222 0,3681 0,8393 0,4888 0,4652 0,2762
NPK Ethylbenzol [mg/l] 0,3321 0,0034 0,3094 0,0097 0,2631 0,0064 0,2701 0,0070 0,1519 0,0013 0,3572 0,0002 0,3528 0,0197 0,3097 0,0154
NO3 Ethylbenzol [mg/l] 0,3407 0,0146 0,2973 0,0104 0,2502 0,0018 0,2501 0,0057 0,0609 0,0709 0,1512 0,2138 0,2434 0,0429 0,1148 0,1624
NPK m-,p- Xylol [mg/l] 3,2897 0,0436 3,3860 0,0939 2,8636 0,0716 2,7664 0,0501 2,8122 0,0988 2,7323 0,0091 2,5010 0,1413 2,0810 0,1966
NO3 m-,p- Xylol [mg/l] 3,4460 0,0010 3,4454 0,0001 2,8904 0,0676 2,6913 0,2116 2,4960 0,0381 2,5166 0,0600 2,2766 0,0450 1,8526 0,0140
NPK o- Xylol [mg/l] 1,0055 0,0112 1,0401 0,0215 0,9153 0,0210 0,8981 0,0044 0,8881 0,0181 0,9799 0,0008 0,9544 0,0441 0,8262 0,0489
NO3 o- Xylol [mg/l] 1,0316 0,0272 1,0627 0,0011 0,9303 0,0216 0,8854 0,0676 0,8242 0,0156 0,9414 0,0347 0,9104 0,0374 0,7744 0,0220

Anhang A.4 Ergebnisse Mikrokosmenversuche 162
Tabelle A.4–21: Ergebnisse der ersten Versuchreihe zur Untersuchung kometabolischer Effekte
(MW und Stabw von zwei Parallelansätzen).
Mikrokosmen mit Grundwasser zur Untersuchung kometabolischer Effekte - 1. Versuchsreihe
T10 Gesamtübersicht Wasser
Probenahme
1. Probenahme 2. Probenahme
3. Probenahme 4. Probenahme 5. Probenahme 6. Probenahme 7. Probenahme
Inkubationstag
1 30
92 149
239
302
353
Ansatz Parameter Einheit MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw
Naphth. abbauaktiv Fe(II) [mg/l] 3,5 2,1 3,5 0,0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0
Naphth. vergiftet Fe(II) [mg/l] 3,5 0,0 0,0 0,0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0
Naphth.+Benzol Fe(II) [mg/l] 2,8 1,1 3,5 0,0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0
Naphth.+Toluol Fe(II) [mg/l] 2,0 0,0 4,3 1,1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0
Naphth. abbauaktiv Naphthalin [mg/l] 9,4361 0,2698 7,8232 1,5679 6,5885 0,6723 5,9887 1,4368 6,5546 1,3938 6,3186 1,1909 3,7220 0,4512
Naphth. vergiftet Naphthalin [mg/l] 10,2794 0,4286 9,1682 0,5943 7,3404 0,2129 6,6615 0,6128 6,6874 1,6024 6,9072 0,5133 4,3353 0,2227
Naphth.+Benzol Naphthalin [mg/l] 10,3568 0,5327 8,7350 0,4816 6,1590 0,3026 6,4606 0,0739 6,1517 0,3272 5,4381 0,4604 4,5042 1,1301
Naphth.+Toluol Naphthalin [mg/l] 9,7220 0,8395 7,2727 0,7477 5,2518 1,0320 5,6381 1,3011 7,0334 n.b. 4,9364 0,7669 2,0661 1,5129
Naphth. abbauaktiv Benzol [mg/l] 0,1079 0,1019 0,0025 0,0035 0,0044 0,0062 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000
Naphth. vergiftet Benzol [mg/l] 0,1252 0,1770 0,0386 0,0545 0,0000 0,0000 0,0319 0,0173 0,0931 0,1317 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000
Naphth.+Benzol Benzol [mg/l] 4,4464 0,3382 3,6248 0,0547 1,7204 0,2888 2,4377 0,0553 2,1195 0,0899 1,9030 0,0314 1,3165 n.b.
Naphth.+Toluol Benzol [mg/l] 0,1162 0,1643 0,0576 0,0814 0,0000 0,0000 0,0171 0,0242 0,0880 0,1244 0,0000 0,0000 0,0826 0,1168
Naphth. abbauaktiv Toluol [mg/l] 0,0000 0,0000 0,0070 0,0022 0,0342 0,0009 0,0333 0,0003 0,2456 0,0026 0,2497 0,0008 0,2468 0,0011
Naphth. vergiftet Toluol [mg/l] 0,0000 0,0000 0,0039 0,0001 0,0302 0,0020 0,0298 0,0002 0,2440 0,0017 0,2465 0,0014 0,2462 0,0020
Naphth.+Benzol Toluol [mg/l] 0,0000 0,0000 0,0043 0,0011 0,0326 0,0008 0,0307 0,0003 0,2478 0,0011 0,2490 0,0006 0,2458 0,0006
Naphth.+Toluol Toluol [mg/l] 5,3304 0,0194 4,2151 0,0990 3,4869 0,0563 2,6561 0,0923 2,2196 0,1892 1,7927 0,0401 1,1543 0,0137
Naphth. abbauaktiv Ethylbenzol [mg/l] 0,0967 0,0013 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,2158 0,0011 0,2175 0,0006 0,2164 0,0008
Naphth. vergiftet Ethylbenzol [mg/l] 0,0974 0,0005 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,2161 0,0002 0,2165 0,0001 0,2149 0,0006
Naphth.+Benzol Ethylbenzol [mg/l] 0,0993 0,0015 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,2164 0,0006 0,2162 0,0007 0,2159 0,0002
Naphth.+Toluol Ethylbenzol [mg/l] 0,1010 0,0001 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,2153 0,0010 0,2158 0,0001 0,2155 0,0002
Naphth. abbauaktiv m-,p- Xylol [mg/l] 0,0735 0,0006 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,4102 0,0008 0,4113 0,0010 0,4097 0,0011
Naphth. vergiftet m-,p- Xylol [mg/l] 0,0740 0,0008 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,4076 0,0016 0,4096 0,0010 0,4090 0,0013
Naphth.+Benzol m-,p- Xylol [mg/l] 0,0726 0,0001 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,4090 0,0001 0,4084 0,0001 0,4085 0,0003
Naphth.+Toluol m-,p- Xylol [mg/l] 0,0737 0,0002 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,4082 0,0006 0,4089 0,0008 0,4074 0,0008
Naphth. abbauaktiv o- Xylol [mg/l] 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,2217 0,0016 0,2244 0,0007 0,2198 0,0004
Naphth. vergiftet o- Xylol [mg/l] 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,2217 0,0005 0,2223 0,0002 0,2192 0,0008
Naphth.+Benzol o- Xylol [mg/l] 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,2236 0,0013 0,2206 0,0011 0,2192 0,0023
Naphth.+Toluol o- Xylol [mg/l] 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,2225 0,0013 0,2207 0,0010 0,2185 0,0012

Anhang A.4 Ergebnisse Mikrokosmenversuche 163
Tabelle A.4–22: Ergebnisse der zweiten Versuchreihe zur Untersuchung kometabolischer Effekte
(MW und Stabw von zwei Parallelansätzen).
Mikrokosmen mit Grundwasser zur Untersuchung kometabolischer Effekte - 2. Versuchsreihe
T10 Gesamtübersicht Wasser
Probenahme
1. Probenahme 2. Probenahme 3. Probenahme 4. Probenahme 5. Probenahme 6. Probenahme 7. Probenahme
Inkubationstag
1 29
57 92
147
196
267
Ansatz Parameter Einheit MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw
Naphth. abbauaktiv Fe(II) [mg/l] 5,0 0,0 8,8 1,8 0 0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0
Naphth. vergiftet Fe(II) [mg/l] 5,0 0,0 0,0 0,0 0 0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0
Naphth.+Benzol Fe(II) [mg/l] 5,0 0,0 8,8 1,8 0 0 5,0 0,0 3,5 0,0 5,0 0,0 7,5 0,0
Naphth.+Toluol Fe(II) [mg/l] 5,0 0,0 5,0 0,0 0 0 1,0 1,4 0,0 0,0 0,0 0,0 1,0 1,4
Naphth. abbauaktiv Naphthalin [mg/l] 7,3611 0,7642 7,7921 0,6260 4,0966 0,6859 6,8369 0,2123 7,8670 0,1460 3,9781 0,2228 3,3520 2,2726
Naphth. vergiftet Naphthalin [mg/l] 7,9143 0,3354 5,3332 n.b. 4,1846 1,1488 7,2766 0,4367 8,1048 0,5839 4,1694 0,1321 3,4657 1,1607
Naphth.+Benzol Naphthalin [mg/l] 6,8224 0,4721 8,0944 0,3086 4,3859 0,0696 7,3996 0,3542 6,7283 0,8852 3,8648 0,4704 4,8469 0,1005
Naphth.+Toluol Naphthalin [mg/l] 7,5745 0,5202 4,7111 0,0661 3,5766 0,4168 6,1280 1,4048 6,8478 0,5022 3,6368 0,1229 4,5167 0,0764
Naphth. abbauaktiv Benzol [mg/l] 0,2060 0,0457 0,3236 0,0269 0,3325 0,0146 0,2892 0,0113 0,2979 0,0103 0,1490 0,2106 0,0000 0,0000
Naphth. vergiftet Benzol [mg/l] 4,8373 0,0820 4,8832 0,1841 4,1434 0,0339 4,3305 0,1001 3,8134 0,0079 2,9409 0,1708 2,4286 n.b.
Naphth.+Benzol Benzol [mg/l] 4,7029 0,2251 4,6505 0,2461 4,1380 0,2147 4,1946 0,4028 3,6584 0,3936 3,6780 0,3296 1,6081 0,4135
Naphth.+Toluol Benzol [mg/l] 0,1225 0,0491 0,3159 0,0182 0,2796 0,0142 0,2705 0,0024 0,1351 0,1911 0,2146 0,0035 0,1602 0,2266
Naphth. abbauaktiv Toluol [mg/l] 0,0864 0,0315 0,3013 0,0290 0,2909 0,0216 0,2547 0,0225 0,2512 0,0169 0,2783 0,0143 0,2401 0,0104
Naphth. vergiftet Toluol [mg/l] 6,1642 0,2640 6,6478 0,0544 5,7186 0,2861 5,8037 0,2008 4,9850 0,1790 4,2987 0,1824 3,6454 0,2413
Naphth.+Benzol Toluol [mg/l] 0,0620 0,0160 0,2836 0,0161 0,2774 0,0134 0,2426 0,0161 0,2398 0,0124 0,2753 0,0118 0,2305 0,0083
Naphth.+Toluol Toluol [mg/l] 6,5802 0,1493 7,0159 0,1122 5,5188 1,5114 6,5595 0,1842 5,5350 0,1423 4,9138 0,0355 4,2105 0,1815
Naphth. abbauaktiv Ethylbenzol [mg/l] 0,0000 0,0000 0,2207 0,0011 0,2204 0,0011 0,2133 0,0001 0,2127 0,0003 0,2189 0,0002 0,0000 0,0000
Naphth. vergiftet Ethylbenzol [mg/l] 0,0000 0,0000 0,2178 0,0013 0,2185 0,0010 0,2113 0,0002 0,2113 0,0006 0,2165 0,0007 0,0000 0,0000
Naphth.+Benzol Ethylbenzol [mg/l] 0,0000 0,0000 0,2189 0,0001 0,2174 0,0006 0,2110 0,0001 0,2120 0,0000 0,2181 0,0008 0,0000 0,0000
Naphth.+Toluol Ethylbenzol [mg/l] 0,0000 0,0000 0,2188 0,0013 0,2169 0,0002 0,2121 0,0011 0,2119 0,0006 0,2171 0,0001 0,0000 0,0000
Naphth. abbauaktiv m-,p- Xylol [mg/l] 0,0000 0,0000 0,4243 0,0041 0,4224 0,0040 0,4061 0,0029 0,4035 0,0011 0,4132 0,0027 0,0000 0,0000
Naphth. vergiftet m-,p- Xylol [mg/l] 0,0000 0,0000 0,4148 0,0003 0,4122 0,0002 0,3988 0,0004 0,3991 0,0005 0,4095 0,0005 0,0000 0,0000
Naphth.+Benzol m-,p- Xylol [mg/l] 0,0000 0,0000 0,4147 0,0010 0,4117 0,0021 0,3976 0,0014 0,3990 0,0010 0,4113 0,0013 0,0000 0,0000
Naphth.+Toluol m-,p- Xylol [mg/l] 0,0000 0,0000 0,4151 0,0022 0,4122 0,0009 0,3995 0,0017 0,3993 0,0007 0,4104 0,0003 0,0000 0,0000
Naphth. abbauaktiv o- Xylol [mg/l] 0,0006 0,0008 0,2259 0,0028 0,2247 0,0020 0,2094 0,0014 0,2114 0,0029 0,2236 0,0021 0,0000 0,0000
Naphth. vergiftet o- Xylol [mg/l] 0,0000 0,0000 0,2204 0,0000 0,2198 0,0005 0,2060 0,0005 0,2083 0,0004 0,2191 0,0006 0,0000 0,0000
Naphth.+Benzol o- Xylol [mg/l] 0,0000 0,0000 0,2219 0,0008 0,2212 0,0008 0,2063 0,0005 0,2070 0,0009 0,2229 0,0009 0,0000 0,0000
Naphth.+Toluol o- Xylol [mg/l] 0,0000 0,0000 0,2200 0,0001 0,2206 0,0026 0,2064 0,0008 0,2059 0,0013 0,2193 0,0007 0,0000 0,0000

Anhang A.4 Ergebnisse Mikrokosmenversuche 164
Tabelle A.4–23: Ergebnisse der Aufschlüsse der 14 C-Mikrokosmenversuche mit und ohne
zusätzliche Braunkohlenzugabe.
Säureaufschluss
Verbrennung
Wiederfindungsanteile in den betrachteten Fraktionen in [%]
Säure-
Dreistufige Extraktion
aufschluss
Bilanzlücke
14C-Karbonat im
Sediment
Rückstände
nicht extrahierbare 14 C-
extrahierbar (gesamt)
nach alkalischer
Verseifung
extrahierbar
Zusammenfassung:
mit MeOH:H2O und
Aceton extrahierbar
mit Aceton
extrahierbar
mit MeOH:H2O extrahierbar
Flüchtige
Radioaktivität der
Festphase
Lösung
14 C-Karbonat in
Lösung
14 C-Schadstoff in
Versuchslaufzeit/
Inkubationstage
4 73,5% 0,0% 0,0% 1,6% 1,6% 2,2% 3,8% 13,8% 0,0% 8,9%
29 28,4% 34,1% 0,0% 0,9% 0,9% 2,6% 3,5% 24,4% 2,2% 9,6%
88 2,2% 70,2% 0,5% 0,4% 0,3% 1,1% 1,2% 2,3% 0,4% 6,8% 24,8%
300 5,6% 34,4% 0,0% 0,0% 0,0% 0,8% 0,8% 15,2% 10,4% 43,9%
4 53,7% 0,0% 34,9% 11,7% 46,6% 2,2% 48,8% 2,2% 0,0% -4,6%
26 16,8% 5,2% 37,1% 21,7% 58,8% 6,4% 65,1% 4,0% 9,3% 8,9%
89 12,7% 9,0% 33,6% 2,5% 2,6% 38,7% 7,3% 46,0% 11,0% 2,3% 21,4%
159 15,4% 13,9% 15,5% 21,8% 37,3% 4,1% 41,4% 4,0% 2,1% 25,4%
322 0,7% 44,0% 0,0% 7,5% 7,5% 3,5% 11,0% 15,7% 6,9% 28,7%
4 12,7% 0,0% 41,7% 32,7% 74,4% 0,9% 75,3% 15,1% 0,0% -3,1%
27 6,6% 0,6% 25,1% 48,6% 73,7% 2,7% 76,4% 2,8% 0,2% 13,6%
91 6,3% 3,1% 15,5% 22,0% 13,9% 51,4% 8,6% 60,0% 18,9% 0,6% 11,6%
174 4,3% 2,5% 28,8% 32,8% 61,6% 12,2% 73,8% 4,9% 0,0% 14,5%
322 2,8% 2,6% 5,1% 43,1% 48,1% 4,9% 53,0% 27,0% 0,5% 15,3%
4 1,1% 0,0% 43,2% 52,9% 96,1% 5,1% 101,2% 1,9% 0,0% -4,1%
39 0,7% 0,2% 10,0% 69,2% 79,2% 0,0% 79,2% 4,6% 0,6% 15,2%
92 0,9% 0,5% 3,4% 26,1% 33,5% 63,0% 7,1% 70,1% 18,1% 0,1% 10,5%
176 0,5% 0,1% 8,8% 53,4% 62,2% 13,6% 75,8% 3,5% 0,1% 20,0%
320 0,4% 0,2% 1,2% 52,1% 53,3% 7,4% 60,8% 8,2% 0,0% 30,5%
0
Toluol
Naphthalin
Phenanthren
"normale" Versuchsansätze
Pyren
122 8,3% 38,9% 0,0% 23,9% 23,9% 6,9% 30,8% 12,4% 2,4% 7,2%
Naphthalin +
0,3 % BK*
122 18,9% 2,9% 1,2% 44,8% 46,0% 6,0% 52,0% 4,1% 6,8% 15,3%
Naphthalin +
1 % BK*
122 2,5% 0,7% 1,5% 79,3% 80,8% 5,2% 86,1% 6,5% 0,5% 3,8%
122 2,9% 0,8% 0,9% 60,3% 61,3% 5,6% 66,9% 6,7% 0,6% 22,2%
Phenanthren
+ 0,3 % BK*
Phenathren +
1 % BK*
Ansätze mit
Braunkohlenzugabe
* BK = Braunkohle

Anhang A.4 Ergebnisse Mikrokosmenversuche 165
Tabelle A.4–24: Ergebnisse der Mikrokosmenversuche zur Betrachtung verschiedener
Vergiftungstechniken – Gemisch der Probenahmestellen T9 und T14 (MW und
Stabw von zwei Parallelansätzen).
Mikrokosmen mit Grundwasser - Vergiftungstechniken
Gemisch T9/T14 Gesamtübersicht Wasser
Probenahme
1. Probenahme 2. Probenahme 3. Probenahme 4. Probenahme 5. Probenahme
6. Probenahme
Inkubationstag
1 28
71 112
161
224
Ansatz Parameter Einheit MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw
abbauaktiv Naphthalin [mg/l] 6,2203 0,8707 3,6867 0,0539 3,1134 0,4679 2,6483 0,2124 2,0382 0,0725 0,6929 0,0776
vergiftet: Azid Naphthalin [mg/l] 5,9649 0,2380 3,7805 0,0389 3,7052 0,0004 2,5329 0,1143 1,9379 0,2041 0,6381 n.b.
vergiftet: Glutaraldehyd Naphthalin [mg/l] 3,9348 2,9974 3,9133 0,2799 3,8246 0,0711 2,8515 0,0480 1,8765 0,0446 0,7597 n.b.
abbauaktiv Acenaphthen [mg/l] 0,0590 0,0006 0,0549 0,0080 0,0390 0,0026 0,0243 0,0044 0,0267 0,0033 0,0096 0,0001
vergiftet: Azid Acenaphthen [mg/l] 0,0552 0,0023 0,0519 0,0035 0,0419 0,0043 0,0200 0,0048 0,0225 0,0017 0,0029 0,0041
vergiftet: Glutaraldehyd Acenaphthen [mg/l] 0,0354 0,0286 0,0476 0,0027 0,0362 0,0027 0,0241 0,0022 0,0190 0,0012 0,0038 0,0053
abbauaktiv Fluoren [mg/l] 0,0111 0,0014 0,0136 0,0042 0,0044 0,0063 0,0033 0,0047 0,0059 0,0019 0,0005 0,0006
vergiftet: Azid Fluoren [mg/l] 0,0098 0,0006 0,0055 0,0019 0,0000 0,0000 0,0018 0,0025 0,0040 0,0009 0,0000 0,0000
vergiftet: Glutaraldehyd Fluoren [mg/l] 0,0077 0,0056 0,0070 0,0004 0,0000 0,0000 0,0038 0,0054 0,0051 0,0002 0,0000 0,0000
abbauaktiv Benzol [mg/l] 14,0994 3,6704 14,1737 4,2245 14,8416 4,4063 11,7661 3,0018 11,5939 3,0478 10,2606 n.b.
vergiftet: Azid Benzol [mg/l] 17,8038 0,5625 17,7851 0,3922 17,6847 0,4504 14,1966 0,8197 14,0279 0,6177 11,2377 n.b.
vergiftet: Glutaraldehyd Benzol [mg/l] 17,2540 0,6707 17,8046 0,0635 16,6188 0,1754 13,9315 0,7665 12,6893 0,8304 11,5647 1,1052
abbauaktiv Toluol [mg/l] 8,4597 1,1471 8,4415 1,3072 8,5538 1,1041 6,6776 0,6722 6,4790 0,6079 5,6128 0,3041
vergiftet: Azid Toluol [mg/l] 8,5362 0,0800 8,4163 0,0356 8,3145 0,1198 6,6079 0,2826 6,4082 0,2003 5,4979 0,0836
vergiftet: Glutaraldehyd Toluol [mg/l] 8,5522 0,3971 8,7838 0,1203 8,1323 0,0139 6,8940 0,1358 6,2519 0,0818 5,8852 0,0070
abbauaktiv Ethylbenzol [mg/l] 0,4056 0,0596 0,4031 0,0607 0,4081 0,0625 0,3506 0,0409 0,1765 0,2496 0,3155 0,0284
vergiftet: Azid Ethylbenzol [mg/l] 0,4636 0,0068 0,4560 0,0069 0,4493 0,0063 0,3885 0,0111 0,3662 0,0059 0,3407 0,0016
vergiftet: Glutaraldehyd Ethylbenzol [mg/l] 0,4541 0,0076 0,4603 0,0030 0,4354 0,0057 0,3835 0,0093 0,3590 0,0025 0,3541 0,0035
abbauaktiv m-,p- Xylol [mg/l] 2,3614 0,5773 2,3421 0,6092 2,3826 0,6149 1,9021 0,4345 1,8517 0,4959 1,5985 0,2966
vergiftet: Azid m-,p- Xylol [mg/l] 2,9377 0,0390 2,8535 0,0343 2,7968 0,0692 2,2655 0,1003 2,1654 0,0767 1,8840 0,0018
vergiftet: Glutaraldehyd m-,p- Xylol [mg/l] 2,8549 0,0749 2,8955 0,0049 2,6761 0,0476 2,2732 0,0058 2,0646 0,0246 1,9593 0,0348
abbauaktiv o- Xylol [mg/l] 0,8721 0,1624 0,8815 0,1739 0,9043 0,1766 0,7493 0,1329 0,7758 0,1957 0,6762 0,1017
vergiftet: Azid o- Xylol [mg/l] 1,0347 0,0095 1,0225 0,0092 1,0167 0,0207 0,8468 0,0314 0,8554 0,0133 0,7613 0,0107
vergiftet: Glutaraldehyd o- Xylol [mg/l] 1,0004 0,0233 1,0364 0,0008 0,9802 0,0098 0,8411 0,0245 0,8142 0,0057 0,7881 0,0064

Anhang A.4 Ergebnisse Mikrokosmenversuche 166
Tabelle A.4–25: Ergebnisse der Mikrokosmenversuche zur Bestimmung des Einflusses
verschiedener Versuchsgefäße/ Headspacevolumina - Gemisch der
Probenahmestellen T9 und T14 (MW und Stabw von zwei Parallelansätzen).
Mikrokosmen mit Grundwasser - versch. Gefäßvarianten/Headspeace
Gemisch T9/T14 Gesamtübersicht Wasser
Probenahme
1. Probenahme 2. Probenahme 3. Probenahme 4. Probenahme 5. Probenahme
6. Probenahme
Inkubationstag
1 28
71 112
161
224
Ansatz Parameter Einheit MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw MW Stabw
vergiftet Naphthalin [mg/l] 5,9649 0,2380 3,7805 0,0389 3,7052 0,0004 2,5329 0,1143 1,9379 0,2041 0,6381 n.b.
vergiftet + Headspacefrei Naphthalin [mg/l] 1,8431 0,0390 4,1184 0,2759 3,7616 0,1068 3,3887 0,0853 1,6166 0,0349 1,7391 0,3032
vergiftet + Headspace Naphthalin [mg/l] 5,9420 0,1322 3,8213 0,0987 3,8121 0,3591 3,5358 0,3007 1,9378 0,0666 0,2433 0,0167
Vial Naphthalin [mg/l] 5,4662 0,5392 3,4396 0,2430 3,3209 0,1226 2,9757 0,2924 1,8124 0,0243 1,0435 0,0486
vergiftet Acenaphthen [mg/l] 0,0552 0,0023 0,0519 0,0035 0,0419 0,0043 0,0200 0,0048 0,0225 0,0017 0,0029 0,0041
vergiftet + Headspacefrei Acenaphthen [mg/l] 0,0162 0,0033 0,0514 0,0033 0,0387 0,0019 0,0249 0,0031 0,0183 0,0023 0,0212 0,0020
vergiftet + Headspace Acenaphthen [mg/l] 0,0550 0,0025 0,0537 0,0055 0,0438 0,0058 0,0282 0,0014 0,0246 0,0024 0,0026 0,0004
Vial Acenaphthen [mg/l] 0,0545 0,0013 0,0492 0,0111 0,0367 0,0027 0,0178 0,0006 0,0234 0,0016 0,0145 0,0004
vergiftet Fluoren [mg/l] 0,0098 0,0006 0,0055 0,0019 0,0000 0,0000 0,0018 0,0025 0,0040 0,0009 0,0000 0,0000
vergiftet + Headspacefrei Fluoren [mg/l] 0,0035 0,0012 0,0073 0,0017 0,0000 0,0000 0,0003 0,0004 0,0040 0,0006 0,0033 0,0007
vergiftet + Headspace Fluoren [mg/l] 0,0139 0,0058 0,0083 0,0045 0,0037 0,0052 0,0000 0,0000 0,0073 0,0000 0,0000 0,0000
Vial Fluoren [mg/l] 0,0100 0,0003 0,0086 0,0044 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0037 0,0007 0,0032 0,0004
vergiftet Benzol [mg/l] 17,8038 0,5625 17,7851 0,3922 17,6847 0,4504 14,1966 0,8197 14,0279 0,6177 11,2377 n.b.
vergiftet + Headspacefrei Benzol [mg/l] 17,5827 0,9367 17,1872 3,0721 19,3736 0,2753 17,9310 0,5941 17,7510 0,4250 17,3803 0,3323
vergiftet + Headspace Benzol [mg/l] 14,7549 0,7541 12,5803 1,2715 12,1709 0,2316 9,5142 0,8992 9,5736 0,2185 7,9195 n.b.
Vial Benzol [mg/l] 13,4697 1,1247 14,1056 2,0888 12,8794 2,0200 13,4949 0,2259 12,0628 0,2826 12,3218 0,9898
vergiftet Toluol [mg/l] 8,5362 0,0800 8,4163 0,0356 8,3145 0,1198 6,6079 0,2826 6,4082 0,2003 5,4979 0,0836
vergiftet + Headspacefrei Toluol [mg/l] 8,3531 0,3128 8,1466 1,2758 9,0355 0,0418 8,2582 0,2266 8,2412 0,0756 8,0126 0,0004
vergiftet + Headspace Toluol [mg/l] 8,5295 0,2056 7,3342 0,6138 7,0173 0,0285 5,9151 0,0490 5,3493 0,0158 4,9895 0,0659
Vial Toluol [mg/l] 8,7935 0,8608 9,0871 1,4073 7,9878 1,2374 8,0372 0,2017 7,0783 0,2755 7,3715 0,3018
vergiftet Ethylbenzol [mg/l] 0,4636 0,0068 0,4560 0,0069 0,4493 0,0063 0,3885 0,0111 0,3662 0,0059 0,3407 0,0016
vergiftet + Headspacefrei Ethylbenzol [mg/l] 0,4610 0,0122 0,4563 0,0467 0,4762 0,0040 0,4428 0,0090 0,4341 0,0041 0,4332 0,0040
vergiftet + Headspace Ethylbenzol [mg/l] 0,4179 0,0152 0,3784 0,0168 0,3650 0,0026 0,3267 0,0032 0,3087 0,0026 0,3024 0,0003
Vial Ethylbenzol [mg/l] 0,3995 0,0165 0,4023 0,0318 0,3784 0,0250 0,3649 0,0049 0,3408 0,0017 0,3422 0,0068
vergiftet m-,p- Xylol [mg/l] 2,9377 0,0390 2,8535 0,0343 2,7968 0,0692 2,2655 0,1003 2,1654 0,0767 1,8840 0,0018
vergiftet + Headspacefrei m-,p- Xylol [mg/l] 2,8941 0,1138 2,8074 0,4136 3,0377 0,0361 2,7739 0,1025 2,7541 0,0076 2,6698 0,0250
vergiftet + Headspace m-,p- Xylol [mg/l] 2,4827 0,1332 2,1038 0,1700 2,0022 0,0151 1,7205 0,0280 1,5611 0,0165 1,4880 0,0114
Vial m-,p- Xylol [mg/l] 2,3222 0,1829 2,3280 0,3013 2,0312 0,2345 1,9270 0,0631 1,7278 0,0568 1,7265 0,0675
vergiftet o- Xylol [mg/l] 1,0347 0,0095 1,0225 0,0092 1,0167 0,0207 0,8468 0,0314 0,8554 0,0133 0,7613 0,0107
vergiftet + Headspacefrei o- Xylol [mg/l] 1,0249 0,0272 0,9948 0,1232 1,0736 0,0100 0,9752 0,0367 0,9918 0,0005 0,9604 0,0086
vergiftet + Headspace o- Xylol [mg/l] 0,9047 0,0409 0,8269 0,0542 0,8078 0,0016 0,6999 0,0018 0,6764 0,0065 0,6369 0,0054
Vial o- Xylol [mg/l] 0,8574 0,0547 0,8759 0,0800 0,8087 0,0808 0,7917 0,0146 0,7528 0,0201 0,7657 0,0156

Anhang A.4 Ergebnisse Mikrokosmenversuche 167
Tabelle A.4–26: Flächenverhältnisse der Azid- und Molybdatpeaks im Vergleich zur
Sulfatkonzentration in verschiedenen Mikrokosmenversuchsreihen.
Mehrfachbeprobte Mikrokosmen mit Grundwasser und Sediment Mehrfachbeprobte Mikrokosmen mit Grundwasser und Sediment
Fläche Azid/Fläche 100 mg/l SO4 Fläche Molybdat/Fläche 100 mg/l SO4 Inkubationszeit Probenahmestelle T9 Probenahmestelle T10 Probenahmestelle T14 Inkubationszeit Probenahmestelle T9 Probenahmestelle T10 Probenahmestelle T14
[Tage] MW Stabw MW Stabw MW Stabw [Tage] MW Stabw MW Stabw MW Stabw
4 6,92 0,03 7,31 0,04 7,20 0,07 4
32 5,67 0,02 5,75 0,00 5,74 0,05 32
87 6,06 0,03 6,21 0,02 5,96 0,09 87 2,94 0,07 1,49 0,05 2,12 0,19
151 5,91 0,03 5,77 0,11 5,12 0,43 151 2,17 0,10 0,99 0,38 1,33 0,33
208 7,04 0,00 7,21 0,19 7,10 0,14 208 2,71 0,24 0,80 0,16 1,26 0,04
298 5,55 0,14 5,93 0,09 5,49 0,03 298 1,86 0,34 0,02 0,96 0,11
418 5,94 0,14 5,53 0,12 5,15 0,31 418 1,76 0,02 0,30 0,06 0,85 0,03
Einfachbeprobte Mikrokosmen mit Grundwasser und Sediment Einfachbeprobte Mikrokosmen mit Grundwasser und Sediment
Fläche Azid/Fläche 100 mg/l SO4 Fläche Molybdat/Fläche 100 mg/l SO4 Inkubationszeit Probenahmestelle T9 Probenahmestelle T10 Probenahmestelle T14
Inkubationszeit Probenahmestelle T9 Probenahmestelle T10 Probenahmestelle T14
[Tage] MW Stabw MW Stabw MW Stabw [Tage] MW Stabw MW Stabw MW Stabw
5 6,37 0,04 1,33 0,25 4,76 1,27 5 8,85 0,10 1,75 0,36 6,17 0,48
32 5,55 0,09 1,34 0,22 3,34 0,26 32 6,10 0,99 1,85 0,26 5,01 0,37
89 6,59 0,68 2,17 0,74 3,99 0,20 89 2,14 0,05 2,53 0,49 1,54 0,21
151 6,17 0,14 2,09 1,24 2,73 0,06 151 1,34 0,17 1,50 0,69 0,52 0,03
215 6,83 0,20 2,72 2,20 2,66 0,14 215 0,85 0,05 0,75 0,41 0,36 0,03
301 10,99 0,20 1,60 0,36 7,28 0,34 301 1,94 0,20 2,59 0,55 0,80 0,05
432 5,57 0,04 1,05 0,47 3,44 0,58 432 1,03 0,01 0,76 0,60 0,26 0,01
502 11,17 0,07 1,62 0,12 6,86 1,99 502 1,68 0,11 0,80 0,27 0,58 0,28
Grundwasser-Mikrokosmen Grundwasser-Mikrokosmen
Fläche Azid/Fläche 100 mg/l SO4 Fläche Azid/Fläche 100 mg/l SO4 Inkubationszeit Probenahmestelle T9 Probenahmestelle T10 Probenahmestelle T14 Inkubationszeit Probenahmestelle T9 Probenahmestelle T10 Probenahmestelle T14
[Tage] MW Stabw MW Stabw MW Stabw [Tage] MW Stabw MW Stabw MW Stabw
1 5,08 0,03 5,13 0,06 5,02 0,04 1 6,89 0,06 7,01 0,10 6,85 0,03
29 4,12 0,03 4,15 0,03 4,05 0,02 29 6,01 0,14 6,28 0,02 6,14 0,03
88 4,20 0,10 4,21 0,41 4,02 0,01 88 2,13 0,11 3,71 0,28 3,22 0,18
144 6,11 0,24 6,18 0,06 6,14 0,11 144 2,23 0,33 4,35 0,06 3,73 0,24
207 4,57 0,09 4,67 0,03 4,61 0,36 207 1,80 0,02 3,29 0,01 2,90 0,32
305 6,11 0,24 6,18 0,06 6,14 0,11 305 2,23 0,33 4,35 0,06 3,73 0,24
361 3,77 0,09 5,04 0,04 4,42 0,15 361 1,68 0,12 3,71 0,21 2,80 0,27
424 3,23 0,95 3,98 0,11 4,17 0,04 424 0,89 0,44 2,49 0,11 2,66 0,16

Anhang A.5 Abbauraten 168
A.5 Abbauraten
Tabelle A.5–1: Übersicht über alle in den Mikrokosmenversuchen bestimmten Nettoabbauraten.
Schadstoff EA Min
PAK
Max MW Stabw Anzahl
ausgewerteter
Raten
Naphthalin O2 0,2218 0,3161 0,2690 0,0667 2
NO3 0,0093 0,0477 0,0221 0,0271 2
FeIII 0,0028
0,0028 1
FeIII - SO4 0,0027 0,0090 0,0065 0,0024 5
SO4 0,0053 0,0101 0,0077 0,0034 2
anaerob*
Acenaphthen O2 0,0027 0,0101 0,0069 0,0025 7
NO3 FeIII
0,0024 0,0174 0,0074 0,0106 2
FeIII - SO4 0,0070
0,0070 1
SO4 0,0060
0,0060 1
anaerob* 0,0060 0,0070 0,0065 0,0007 2
Fluoren O2 NO3 FeIII
0,0054 0,0106 0,0071 0,0037 2
FeIII - SO4 0,0053
0,0053 1
SO4 0,0059
0,0059 1
anaerob* 0,0053 0,0059 0,0056 0,0004 2
* standortnah (Sulfatreduktion mit oder ohne zusätzliche Fe(III)-Nutzung)
Schadstoff EA Min
BTEX
Max MW Stabw Anzahl
ausgewerteter
Raten
Benzol O2 0,1301 0,2896 0,2099 0,1128 2
NO3 FeIII
0,0013 0,0065 0,0030 0,0037 2
FeIII - SO4 0,0174
0,0174 1
SO4 0,0078
0,0078 1
anaerob* 0,0078 0,0174 0,0126 0,0068 2
Toluol O2 0,1870 0,2078 0,1974 0,0147 2
NO3 FeIII
0,0013
0,0013 1
FeIII - SO4 0,0066 0,0456 0,0191 0,0182 4
SO4 0,0007 0,0030 0,0022 0,0013 3
anaerob* 0,0007 0,0456 0,0118 0,0158 7
Ethylbenzol O2 NO3 FeIII
FeIII - SO4 SO4 anaerob*
0,0095
0,0095 1
m-, p- Xylol O2 NO3 FeIII
0,0046 0,0066 0,0056 0,0014 2
FeIII - SO4 0,0041 0,0063 0,0049 0,0012 3
SO4 0,0003 0,0050 0,0027 0,0033 2
anaerob* 0,0003 0,0063 0,0040 0,0022 5
o- Xylol O2 NO3 FeIII
FeIII - SO4 SO4 anaerob*
0,0029 0,0058 0,0044 0,0021 2
* standortnah (Sulfatreduktion mit oder ohne zusätzliche Fe(III)-Nutzung)

Anhang A.5 Abbauraten 169
Tabelle A.5–2: Vergleichsabbauraten 1. Ordnung aus der Literatur, Laborversuche, aerobe
Bedingungen.
Laborrabbauraten aerob
Quelle 3
Versuch Labor-Batch-
Mikrokosmen,
Boden
Min Max Min Max MW Min Max MW Stabw
[Tag -1 [Tag ]
Benzol 0,0087 0,0126 0,0700 0,2000 0,0000 2,5000 0,3350 0,6370 23
Toluol
Ethylbenzol
m-, p -Xylol
0,0900 0,2000 0,0160 1,6300 0,2680 0,4240 13
m- Xylol 0,0080 0,4300 0,1630 4
p- Xylol 0,0080 0,4300 0,2070 3
o- Xylol 0,0200 0,0300 0,0080 0,3800 0,0970 0,1390 7
Naphthalin 0,0041 0,0644 0,4000 0,9000
Acenaphthen 0,0030
Fluoren 0,0040
1) Durant et al. 1995; 2) Nielsen et al. 1996; 3) Brauner et al. 2002; Suarez und Rifai 1999
-1 ] [Tag -1 1
Mikrokosmen mit
Sediment und
Grundwasser;
]
14 C
[Tag -1 2
4
Labor-Batch-
Laborstudien; Review über viele Untersuchungen
Mikrokosmen
ausgewer-
]
tete Raten
Tabelle A.5–3: Vergleichsabbauraten 1. Ordnung aus der Literatur, Laborversuche, anaerober
Abbau, Fe(III)- oder SO4-Reduktion.
Quelle 2 3 4
Versuch Mikrokos- Mikrokosmen Mikrokosmen,
men; mit GW und
anaerob Porenwasser, Sediment;
14
C; SO4-red. anaerob (FeIII,
SO4) Min Max MW MW MW Min Max MW Stabw ausgewertete
Raten
[Tag -1 ] [Tag -1 ] [Tag -1 ]
[Tag
Benzol 0,0065 0,0030 0,0240 0,0000 0,0890 0,0120 0,0200 59
Toluol 0,0099 0,0100 0,0450 0,0000 3,2800 0,2280 0,5730 63
Ethylbenzol 0,0000 0,4800 0,0830 0,1400 36
m-, p -Xylol 0,0200
m- Xylol 0,0000 0,4900 0,0840 0,1250 43
p- Xylol 0,0000 0,4400 0,0640 0,1260 22
o- Xylol 0,0000 0,0750 0,0120 0,0180 43
Naphthalin 0,0048 0,0082
1) Durant et al. 1995; 2) Wiedemeier et al. 1998; 3) Chapelle et al. 1996; 4) Borden et al. 1997; 5) Suarez und Rifai 1999
-1 [Tag ]
-1 1
Mikrokosmen mit
GW und
Sediment,
]
14 5
Laborstudien; Review über viele
Untersuchungen
C;
anaerob

Anhang A.6 Gesamtzellzahlen 170
A.6 Gesamtzellzahlen
Tabelle A.6–1: Ergebnisse der Bestimmung der Gesamtzellzahlen (F, M, T = Verfilterungstiefen
der Messstellen: flach, mittel tief).
Probenahmestelle T9
Probenahmestelle T10
Probenahmestelle T14
ausgezählte
Gesamtbakterienzahl/ ml
Probe Zählquadrate Zellzahlen Grundwasser Mittelwert
T9 F-1 30 67 9,4E+05
T9 F-2 100 31 3,3E+05
T9 F-3 30 41 5,8E+05
MW T9 F 6,2E+05
T9 M-1 30 25 1,6E+05
T9 M-2
T9 M-3
30
100
21
15
7,4E+05
1,6E+05
6,6E+05
MW T9 M 3,5E+05
T9 T-1 30 61 3,9E+05
T9 T-2 30 40 1,4E+06
T9 T-3 30 35 1,2E+06
MW T9 T 1,0E+06
T10 F-1 30 27 3,8E+05
T10 F-2 30 25 3,5E+05
T10 F-3 30 25 3,9E+05
MW T10 F 3,7E+05
T10 M-1 30 12 4,2E+05
T10 M-2 30 17 6,0E+05
6,0E+05
T10 M-3 30 49 6,9E+05
MW T10 M 5,7E+05
T10 T-1 n.b. n.b.
T10 T-2 30 14 2,0E+05
T10 T-3 30 51 1,8E+06
MW T10 T 1,0E+06
T14 F-1 30 157 5,5E+06
T14 F-2 30 110 7,8E+06
T14 F-3 30 116 8,2E+06
MW T14 F 7,1E+06
T14 M-1 30 64 2,2E+06
T14 M-2
T14 M-3
30
30
59
70
2,1E+06
2,4E+06
4,0E+06
MW T14 M 2,3E+06
T14 T-1 30 53 1,9E+06
T14 T-2 30 86 3,0E+06
T14 T-3 30 75 2,6E+06
MW T14 T 2,5E+06