Enzymatische Herstellung von Galactooligosacchariden aus Molke

Enzymatische Herstellung von Galactooligosacchariden 

aus Molke 

Dissertation 

zur 

Erlangung des Grades 

Doktor-Ingenieurin 

der 

Fakultät für Maschinenbau 

der Ruhr-Universität Bochum 

von 

Dipl.-Ing. Anika Mause 

aus Dortmund 

Bochum 2016

Dissertation eingereicht am: 15.09.2016 

Tag der mündlichen Prüfung: 09.12.2016 

Erster Referent: Prof. Dr.-Ing. Görge Deerberg 

Zweiter Referent: Prof. Dr.-Ing. Rolf Wichmann

Danksagung 

Die vorliegende Arbeit entstand während meiner Tätigkeit als Doktorandin am Fraunhofer-Institut 

für Umwelt-, Sicherheits- und Energietechnik UMSICHT in Oberhausen in der Zeit von Oktober 2012 

bis Mai 2016. 

Ich danke Herrn Prof. Dr.-Ing. Görge Deerberg, stellvertretender Leiter des Fraunhofer-Instituts 

UMSICHT sowie Leiter des Bereichs Prozesse, für die Übernahme des Referats und die damit 

verbundene Möglichkeit zur Durchführung dieser Arbeit, seinen wissenschaftlichen Rat sowie seine 

engagierte und freundliche Betreuung. 

Ebenfalls vielen Dank an Herrn Prof. Dr.-Ing. Rolf Wichmann, Leiter der Arbeitsgruppe 

Bioverfahrenstechnik an der TU Dortmund, für die Übernahme des Koreferats. 

Ich danke Herrn Josef Robert, Leiter der Abteilung Verfahrenstechnik des Fraunhofer-Instituts 

UMSICHT, für kreative Anregungen und die mir entgegengebrachte Unterstützung. 

Ganz besonders möchte ich mich bei den Mitarbeitern der Analytik und des biotechnologischen 

Labors bedanken. Stellvertretend gilt mein Dank Herrn Thomas Ombeck, der mich unermüdlich bei 

der Analyse und Auswertung des Großen Organischen Proben-Sumpfs unterstützt hat. Herzlichen 

Dank auch an: Patrick Woitek, Kurt Erdmann und Alwin Grebe, die mir im Technikum unermüdlich 

mit Teflon-Gewinde-Dichtband und Schlauchklemme zur Seite standen. Darüber hinaus danke ich 

allen Studenten, die mich in den Jahren an Kugelmühle, Trockner, Membran-Rührzelle oder einem 

anderen Versuchsstand unterstützt haben. 

Für das Korrekturlesen der Arbeit danke ich Kerstin Hölscher, Bettina Sayder und Dr.-Ing. Nick 

Schöwe. Letztgenanntem Danke ich insbesondere für seinen Kampf gegen erstgenanntes Wort. 

Bettina Sayder zu Dank verpflichtet ich bin für die Beseitigung von Yoda-Sätzen aus dieser Arbeit. 

Mein Dank gilt ebenfalls Dr.-Ing. Nick Schöwe, Frank Hokamp, Dr.-Ing. Christoph Glasner, Joanna 

Kurek und Philipp Mörbitz für fachlichen Rat, regenerierende Mittagspausen und geschlossene 

Freundschaften. 

Der größte Dank gilt meiner Familie, die mir Studium und Promotion ermöglicht hat und auf deren 

Rückhalt ich bedingungslos zählen kann. Ohne euren Zuspruch wäre diese Arbeit nicht entstanden. 

Anika Mause Dortmund, Dezember 2016

Kurzfassung 

Galactooligosaccharide (GOS) zählen als unverdauliche Kohlenhydrate zu den Präbiotika, die 

derzeit in der Lebensmittelindustrie im Bereich der Functional Foods zunehmend an Interesse 

gewinnen und zukünftig auch als Additive in Tierfutter eingesetzt werden könnten. Vor dem 

Hintergrund einer ganzheitlichen Nutzung von Ressourcen ist dabei zukünftig die Verwendung 

von lactosehaltigen Neben- und Restströmen der Molkereiindustrie als Substrat für die Synthese 

von Oligosacchariden anzustreben. Die vorliegende Arbeit thematisiert deshalb die 

wissenschaftliche Untersuchung der enzymatischen Synthese von GOS aus Molke, genauer 

Sauermolkenpermeat (MP). Die experimentellen Ergebnisse dienen letztlich der Entwicklung 

eines Verfahrens, das die Gewinnung der Oligosaccharide aus MP in einer handelsüblichen 

Reinheit ermöglicht. 

Die für die effektive GOS-Synthese notwendigen hohen Lactosekonzentrationen werden durch 

die Konzentrierung des MP mittels Nanofiltration realisiert. Durch diese Vorbehandlung wird ein 

Trockensubstanzgehalt (TS) von rund 40 % im Sauermolkenpermeatkonzentrat (MPK) erreicht 

und die Rückhaltecharakteristik der Molkeninhaltsstoffe im Bereich von TS-Werten über 25 % 

wird erstmals betrachtet. 

Die enzymatische Umsetzung der Lactose zu GOS wird durch den Einsatz einer β-Galactosidase 

aus Aspergillus oryzae im sauren pH-Bereich untersucht. Im Rahmen dieser Arbeit wird eine 

Charakterisierung des Enzyms bezüglich seiner Aktivität und Stabilität durchgeführt und 

einflussnehmende Parameter der GOS-Synthesereaktion werden identifiziert. Ausgehend von 

diesen Untersuchungen wird die Übertragbarkeit der GOS-Herstellung von synthetischen 

Lactoselösungen auf das zuvor hergestellte MPK aufgezeigt. Die GOS-Ausbeute ist dabei linear 

proportional zum Konzentrierungsfaktor der nanofiltrierten Molke und erreicht Werte von bis zu 

27 Gew.-%. Die Wiedergewinnung des Biokatalysators wird durch die Kopplung der 

enzymatischen Synthese von GOS im Rührkessel mit einer Ultrafiltrationseinheit aufgezeigt. 

Unter Berücksichtigung wichtiger Prozessparameter und Rahmenbedingungen wird die GOS- 

Synthese im Membranbioreaktor im Recycle-Batch-Betrieb und als kontinuierliches Verfahren 

umgesetzt. 

Mit Hilfe des Einsatzes von Aktivkohle wird die Aufreinigung der gebildeten GOS erarbeitet. Die 

Adsorption ermöglicht eine selektive Abtrennung des Zielproduktes von nicht umgesetztem 

Substrat, den gebildeten Nebenprodukten sowie den restlichen Bestandteilen der Molke. Aus 

dem einstufigen Aufreinigungsschritt resultiert eine deutliche Erhöhung der GOS-Reinheit auf 

rund 90 Gew.-%. 

Vor dem Hintergrund einer industriellen Umsetzung liefern die experimentellen Ergebnisse die 

Basis für die Entwicklung verfahrenstechnischer Herstellungsoptionen. Eine exemplarische 

Bilanzierung der Prozesse sowie eine Kostenabschätzung stellen die unter wirtschaftlichen 

Aspekten geeignete Verfahrensvariante für die GOS-Synthese aus Molke im industriellen 

Maßstab heraus.

Abstract 

Galactooligosaccharides (GOS) are indigestible carbohydrates known as prebiotics, which are 

currently facing an upward trend in the food and feed industry. At the backdrop of recycling 

lactose-containing byproducts from the dairy industry, a creation of value through their application 

as substrates for the synthesis of the aforementioned oligosaccharides should be targeted in the 

future. The work presented here, therefore, deals with the scientific investigation of the enzymatic 

synthesis of GOS from whey (particularly: acid whey permeate). The experimental results are 

ultimately used to develop a process, by which the production of GOS from acid whey permeate 

in customary purity is possible. 

The high level of lactose that is necessary for the GOS synthesis is gained through a 

concentration of the acid whey permeate via nanofiltration. Due to this pretreatment a dry matter 

content of up to 40 % is reached in the acid whey permeate concentrate. The retention 

characteristics of the ingredients in the range of dry matters above 25 % are discussed for the 

first time. 

A biocatalyst from Aspergillus oryzae is assayed for the enzymatic conversion of lactose in the 

acid pH range. Within the scope of this research a characterization of the biocatalyst regarding 

its activity and stability is performed and process parameters that wield an influence on the GOS 

synthesis are identified. Based on these investigations, the transferability of the GOS production 

from synthetic lactose solutions to the previously manufactured acid whey permeate concentrate 

is revealed. An associated linear relationship between the GOS yield and the concentration factor 

of the nanofiltered whey can be stated. A yield of up to 27 % (w/w) is reached. The recovery of 

the biocatalyst through the coupling of the enzymatic synthesis in a stirred tank reactor with an 

ultrafiltration unit is demonstrated. Taking account of important process variables and boundary 

conditions, the GOS production in the membrane bioreactor is implemented as a recycle batch 

operation and as a continuous process. 

With the aid of an adsorption onto activated carbon, a separation of GOS from the remaining 

substrate, the byproducts as well as from the components of the whey, is obtained. Owing to this 

purification step, the GOS purity improves up to 90 % (w/w) in terms of sugar fraction. 

In the context of an industrial implementation, the results provide the basis for the development 

of procedural manufacturing options. A generic equilibration of the processes on a larger scale 

as well as an estimation of costs of the alternatives is conducted for the purpose of identifying the 

option with the highest potential for an economic GOS synthesis from whey on an industrial scale.

Inhaltsverzeichnis 

1 Einleitung ............................................................................................................................ 1 

2 Stand des Wissens ............................................................................................................. 2 

2.1 Molke ............................................................................................................................ 2 

2.1.1 Verwertungsmöglichkeiten .................................................................................... 3 

2.1.2 Nanofiltration von Molke ........................................................................................ 6 

2.2 Konzept der Präbiotika ............................................................................................... 7 

2.3 Galactooligosaccharide .............................................................................................. 9 

2.3.1 Präbiotische Wirkung ........................................................................................... 10 

2.3.2 Enzymatische GOS-Synthese ............................................................................. 11 

2.3.3 Verfahren zur Aufreinigung von GOS .................................................................. 17 

2.3.4 Kommerzielle β-Galactosidasen und GOS-Produkte .......................................... 20 

3 Aufbau und Zielsetzung der Arbeit ................................................................................. 22 

4 Material und Methoden..................................................................................................... 25 

4.1 Enzymcharakterisierung mittels oNPG-Assay ....................................................... 25 

4.1.1 Aktivität ................................................................................................................ 26 

4.1.2 (Langzeit-) Stabilität ............................................................................................. 26 

4.2 GOS-Synthese im Batch-Versuch ............................................................................ 27 

4.3 Filtrationsversuche ................................................................................................... 28 

4.3.1 Nanofiltration (NF) zur Konzentrierung von Molke .............................................. 28 

4.3.2 Ultrafiltration (UF) zur Enzymwiedergewinnung .................................................. 29 

4.4 Versuche zur Adsorption .......................................................................................... 30 

4.4.1 Adsorption im Batch-Versuch .............................................................................. 30 

4.4.2 Säulenversuche ................................................................................................... 31 

4.5 Kostenabschätzung .................................................................................................. 32 

5 Ergebnisse und Diskussion ............................................................................................ 34 

5.1 Vorbehandlung der Molke ........................................................................................ 34 

5.1.1 Membranscreening .............................................................................................. 35 

5.1.2 Nanofiltration von Molke ...................................................................................... 36 

5.1.3 Zusammenfassung .............................................................................................. 47 

5.2 Enzymcharakterisierung und GOS-Synthese im Batch ........................................ 48 

5.2.1 Bestimmung der enzymatischen Aktivität............................................................ 48 

5.2.2 Bestimmung der enzymatischen Langzeitstabilität ............................................. 52 

5.2.3 Kinetik und Einflussparameter der GOS-Synthese ............................................. 55 

5.2.4 GOS-Synthese aus Molke ................................................................................... 62 


5.3 Konzentrierung von Molke mit integrierter GOS-Synthese .................................. 68 

5.4 GOS-Synthese im Membranbioreaktor ................................................................... 71 

5.4.1 Ultrafiltration zur Enzymwiedergewinnung .......................................................... 72 

5.4.2 Verfahrensmodi ................................................................................................... 74 

5.4.3 GOS-Synthese aus konzentrierter Molke im Membranbioreaktor ...................... 81 


I

5.5 GOS-Aufreinigung ..................................................................................................... 87 

5.5.1 GOS-Aufreinigung mittels Adsorption an Aktivkohle ........................................... 88 

5.5.2 Einsatz von Aktivkohle im Säulensystem ............................................................ 90 

5.5.3 Adsorptionsisotherme .......................................................................................... 98 

5.5.4 Charakterisierung der aufgereinigten GOS aus Molke ....................................... 99 

5.5.5 Zusammenfassung ............................................................................................ 101 

6 Prozessalternativen und Kostenabschätzung ............................................................. 102 

6.1 Identifizierung der optimalen Verfahrensvariante ............................................... 103 

6.2 Betrachtung des Gesamtverfahrens ..................................................................... 111 

6.3 Zusammenfassung .................................................................................................. 112 

7 Zusammenfassung und Ausblick ................................................................................. 114 

8 Literatur ........................................................................................................................... 116 

9 Anhang............................................................................................................................. 140 

9.1 Anhang zu Kapitel 2 ................................................................................................ 140 




9.5 Verzeichnisse ........................................................................................................... 178 

9.5.1 Abkürzungsverzeichnis...................................................................................... 178 

9.5.2 Symbole und Indizes ......................................................................................... 179 

II

1 Einleitung 

1 Einleitung 

Bei Galactooligosacchariden (GOS) handelt es sich um langkettige Saccharide, die als 

Bestandteile des Kohlenhydratspektrums von Milch Einfluss auf die Entwicklung der Darmflora 

von Neugeborenen nehmen. GOS zählen damit zur Gruppe der so genannten Präbiotika [1]. 

Diese üben durch die selektive Stimulierung des Wachstums sowie der Stoffwechselaktivität 

bestimmter Mikroorganismen im Darm einen gesundheitsfördernden Effekt aus [2], der von einer 

Erhöhung der Mineralienresorption [3, 4] über eine positive Wirkung bei chronisch-entzündlichen 

Darmkrankheiten [5, 6] bis zu einer Immunmodulation [7–9] reichen kann. Synthetische GOS sind 

aufgrund ihrer Wirkung bereits fester Bestandteil von Säuglingsnahrung. Zunehmendes Interesse 

erfahren sie weiterhin im Bereich der Lebensmittelindustrie als Zusätze von Functional Foods. 

Neueste Überlegungen sehen nun ein Potenzial im Einsatz von GOS als Futteradditive in der 

landwirtschaftlichen Tierhaltung [10]. Dort sind erhöhte Sterblichkeitsraten vor allem 

Darmkrankheiten zuzuschreiben. Um dem Produktivitätsverlust und der Kontaminationsgefahr 

von Produkten für die menschliche Ernährung entgegenzuwirken, zählte die subtherapeutische 

und prophylaktische Vergabe von Antibiotika lange zur verbreiteten Praxis [10, 11]. Der Einsatz 

dieser Mittel steht dabei nach aktuellen Erkenntnissen im direkten Zusammenhang zur 

Entwicklung und Ausbreitung von bakteriellen Antibiotikaresistenzen, die auch in der 

Humanmedizin zunehmend Probleme nach sich ziehen [12–14]. Durch das novellierte 

Arzneimittelgesetz soll erstmals eine systematische Reduzierung der Antibiotikavergabe 

durchgesetzt werden [15]. Folglich steigt das Interesse an alternativen Ansätzen, die als 

vorbeugende Maßnahmen bereits das Auftreten von Erkrankungen beim Tier verhindern könnten. 

Präbiotika, insbesondere GOS, könnten in diesem Zusammenhang einen bakteriellen 

Antagonismus zwischen der natürlichen Darmflora und pathogenen (Darm-) Keimen fördern [16]. 

Für einen breiten Einsatz müssen ressourcenschonende Verfahren entwickelt werden. Grundvoraussetzung 

hierfür ist ein breites wissenschaftliches Verständnis der biotechnologischen 

Zusammenhänge der GOS-Synthese, die über eine enzymkatalysierte Transgalactosylierungsreaktion 

aus Lactose erfolgt [17]. Lactose ist hierbei mit einer Konzentration von 45 g/L 

wesentlicher Bestandteil von Molke. Diese gilt bisher als Abfallstrom der milchverarbeitenden 

Industrie, der weltweit in einer Menge von über 200 Mio. t/a bei der Käseproduktion anfällt [18]. 

Vor dem Hintergrund der jährlich steigenden Käseproduktion und der damit einhergehenden 

Abwassermenge, besteht die Notwendigkeit, alternative Lösungen für den Umgang mit Molke zu 

schaffen. Im Rahmen der vorliegenden Arbeit soll daher eine Untersuchung der 

biotechnologischen GOS-Herstellung aus Molke erfolgen. Der Erkenntnisgewinn soll letztlich die 

Möglichkeit eröffnen, Molke als Feed für die Synthese präbiotischer Oligosaccharide einzusetzen 

und so einer Wertschöpfung zuzuführen. Der Verfahrensentwurf soll integriert in den 

Produktionsablauf einer Molkerei die direkte Verarbeitung der Molke ermöglichen und im 

großtechnischen Maßstab ein GOS-Produkt generieren, das hinsichtlich seiner Reinheit den 

derzeitigen Marktansprüchen gerecht wird. 

1

2 Stand des Wissens 


Im Folgenden werden die theoretischen Grundlagen der für diese Arbeit relevanten Aspekte 

dargestellt. Im Einzelnen geht es um die Charakterisierung des Substrats Molke, das Konzept 

der Präbiotika und um eine Darstellung der Eigenschaften und Synthesewege von GOS. 

2.1 Molke 

Molke ist die flüssige Phase, die im Verlauf der Käseproduktion als Überstand nach der 

Ausfällung der Caseinfraktion der Milch verbleibt. Pro kg Käse muss mit der neunfachen Menge 

gerechnet werden [19]. Unterschieden werden generell zwei Arten von Molke, die sich aus der 

Methode zur Caseinfällung ableiten. Süßmolke (pH > 5,1) entsteht, wenn der Milch Labenzyme 

zugesetzt werden, der Einsatz von Milchsäurebakterien führt dagegen zum Nebenprodukt 

Sauermolke (pH < 5,1) [20]. Die wesentlichen Unterschiede zwischen beiden Molkearten sind, 

neben dem pH-Wert, der Mineralgehalt und die Zusammensetzung der Proteinfraktion. Die durch 

LAB gebildete Säure führt zur Absenkung des pH-Werts der Milch und zur Ausfällung der 

Caseine. Die Konformationsänderung der Proteine führt zur Freisetzung von Calcium, das mit in 

die Sauermolke gelangt. Die Konzentration des Calciums ist in Süßmolke daher nur halb so hoch. 

Die Proteinfraktion der Süßmolke besteht zu 20 % aus einem Glycomacropeptid, das aus dem 

enzymatischen Abbau des ĸ-Caseins resultiert. Letzteres ist in Sauermolke nicht enthalten [21]. 

Die Zusammensetzung von Sauermolke ist in Abbildung 2-1 dargestellt. 

Wasser; 

93,4 % 

Lactose; 

4,2 % Protein; 

0,9 % 

Milchsäure; 

0,6 % 

Mineralstoffe; 

0,6 % 

Fett; 

0,3 % 

Abbildung 2-1: Zusammensetzung von Sauermolke in Gew.-% [22] 

Bedingt durch den geringen Trockensubstanzgehalt der Molke gilt diese als Abfallstrom. Gängige 

Praxis in der Vergangenheit war deren ungeklärte Entsorgung. So wurden noch im Jahre 1979 

beispielsweise in Kanada von den 1,2 Mio. t Molke 43 % verworfen; 17 % wurden hierbei in die 

Kanalisation geleitet, 26 % auf Landflächen aufgebracht. Im selben Jahr wurden in den USA 42 % 

2


von 13,4 Mio. t Molke entsorgt [23]. Die Ausbringung auf Landflächen kann nach neueren 

Erkenntnissen jedoch zur Abnahme der Bodenqualität und damit einhergehender Verringerung 

des Ernteertrages führen sowie das Grundwasser belasten und letztlich eine Gesundheitsgefahr 

darstellen [24]. Problematisch sind der hohe BSB- (30- 50 g/L) und CSB- (60- 80 g/L) Gehalt 

der Molke [22]. So liegt der BSB um das 175-fache höher als derjenige Wert typischer Abwässer 

[25]. Aufgrund ihrer komplexen Anforderungen hinsichtlich der Bioabbaubarkeit stellt Molke eine 

zu hohe Belastung für konventionelle Abwasseraufbereitungsanlagen dar. Sie kann 

entsprechend nicht gemeinsam mit anderen Abwässern des Molkereibetriebs behandelt werden 

und muss gesondert aufbereitet werden [26]. Molke gilt nicht nur durch den hohen BSB- und 

CSB-Gehalt als größter Schadstoff in Abwässern der Milchwirtschaft. Vor allem das große 

Volumen stellt die Industrie vor Herausforderungen [27]. Selbst kleine Molkereien verarbeiten 

täglich einen Durchsatz von 100.000 kg Milch. Große industrielle Anlagen kommen auf eine 

Menge von 2 - 3 Mio. kg/d [28]. 90 - 95 % des Volumens der Milch findet sich später als Molke 

wieder [19]. Kommunale Kläranlagen bieten meist nicht die Kapazität, um das Molkenaufkommen 

einer einzelnen Produktionsstätte aufzufangen. So ist die organische Abwasserbelastung von 

100 t/d Molke etwa äquivalent zu derjenigen, die eine Stadt mit 55.000 Einwohnern pro Tag 

produziert [22]. Ein Verbot zur Einleitung von ungeklärter Molke in städtische Abwassersysteme 

gilt deshalb derzeit in der EU, den USA, Canada, Australien und Neuseeland [25]. Seit 1990 liegt 

der zulässige Grenzwert für Abwässer in Deutschland bei einem CSB von 110 mg/L [22]. 

Durch die stetig steigende Käseproduktion und den damit einhergehenden Molkeanfall wird diese 

zum Überschussprodukt, deren Entsorgung zunehmend Probleme und Kosten für die Molkereien 

bedeutet [22, 28]. Speziell die Menge an Sauermolke ist in den letzten Jahren deutlich gestiegen, 

bedingt durch die zunehmende Produktion von Griechischem Joghurt [18]. Es besteht somit die 

Notwendigkeit, einfache und ökologische Lösungen für den Umgang zu schaffen. Die 

Inhaltsstoffe der Molke, vor allem die Lactose, bieten hierbei Potenzial zur Wertschöpfung durch 

Reststoffnutzung. 

2.1.1 Verwertungsmöglichkeiten 

Industrielle Verwertungsmöglichkeiten bestehen derzeit vor allem für die Süßmolke. Diese kann 

mittels Sprühtrocknung in ein pulverförmiges Produkt überführt und zur Herstellung von 

Backwaren eingesetzt werden. Die Trocknung von Sauermolke stellt sich demgegenüber als 

problematisch dar. Grund ist unter anderem die durch die enthaltenen Säuren verursachte 

Hygroskopie und ihr thermoplastisches Verhalten während des Prozesses [29, 30]. Industriell 

werden bisher weiterhin zwei Inhaltsstoffe der Molke über verfahrenstechnische Maßnahmen 

separiert und einzeln genutzt. Mit Hilfe einer Ultrafiltration lässt sich die Molkenproteinfraktion 

aufkonzentrieren. Diese so genannte Serumproteinlösung wird anschließend getrocknet und als 

Molkenproteinkonzentrat oder -isolat in verschiedenen Bereichen der Lebensmittelindustrie für 

Säuglings-, Diät- und Sportlernahrung eingesetzt [31]. Das Permeat dieser ersten Aufarbeitung 

enthält im wesentlichen Lactose. Diese kann über eine Konzentrierung mittels Verdampfung und 

3


durch Kristallisation gewonnen werden [32]. Der Feststoff wird anschließend gewaschen, 

separiert und getrocknet (Abbildung 2-2). Auch in diesem Fall wird vor allem Süßmolke als 

Rohstoff eingesetzt [29]. Lactose findet als Zucker in der Lebensmittelindustrie wegen ihrer 

geringen Süßkraft und Löslichkeit nur eingeschränkte Verwendung. Sie wird vor allem im Bereich 

der Säuglingsnahrung eingesetzt, um deren Zusammensetzung derjenigen der Muttermilch 

anzupassen. Aufgrund ihrer geringen Hygroskopie eignet sich Lactose zusätzlich zur Herstellung 

von Pharmaka in Tablettenform [33]. Der Milchzucker wird mittlerweile als Überschussprodukt 

angesehen, dessen Preisentwicklung einem negativen Trend folgt [34]. 

Vorlage 

(Molke) 

Eindampfer 

Kristallisator 

Waschwasser 

Zentrifuge 

Washer 

Settler 

Wirbelschichttrockner 

Recycle 

Flashtrockner 

Lactose 

Mutterlauge 

Abbildung 2-2: Konventionelles Verfahren zur Aufarbeitung von Molke zur Gewinnung von Lactose 

(vereinfachte Darstellung nach [32]) 

Peters (2005) [28] betrachtet die ökonomischen Zusammenhänge zwischen der Käseherstellung 

und der Molkenaufarbeitung anhand verschiedener Prozessalternativen und Anlagengrößen. Die 

Herstellung und der Preis von Molkenproteinkonzentrat haben hierbei nur eine untergeordnete 

Bedeutung für die Kostenbilanz der Molkerei, da die Abtrennung der Proteinfraktion zwangsläufig 

einen wässrigen Lactosestrom generiert. Der Schlüssel zur wirtschaftlichen Behandlung der 

Molke ist laut Peters (2005) [28] eine Wertsteigerung dieser Fraktion. Alle in den USA zwischen 

2002 und 2005 errichteten oder im Bau befindlichen Molkereien konzentrieren sich jedoch 

lediglich auf die Herstellung von WPC und Lactose. Die industrielle Herstellung höherwertiger 

Produkte wird nicht realisiert. 

Alternative Ansätze umfassen vor allem den Einsatz von Molke als Substrat für 

Fermentationsprozesse zur Herstellung verschiedener Produkte. Hierbei kann zunächst die 

Biomasse selbst als Produkt dienen. Kefir-Hefe, die auf einem molkebasierten Medium kultiviert 

wird, kann z. B. in getrockneter Form als Starterkultur für die Käseproduktion oder Backindustrie 

dienen [35–37]. Größere Bedeutung hat demgegenüber die Gewinnung von mikrobiellen 

Stoffwechselendprodukten. Dies können organische Säuren wie Essigsäure [38–40], 

Zitronensäure [41] und Milchsäure [22, 42], aber auch Butanol [43], Bioethanol [44–48], Biogas 

4


[49–51], Glycerol [52], Biotenside [53] oder Karotin [54] sein. Trotz der vielen Möglichkeiten ist 

der direkte Einsatz von Rohmolkenpermeat zur biotechnologischen Herstellung von Produkten 

im industriellen Maßstab noch nicht realisiert. Lactose muss beim Einsatz als 

Fermentationssubstrat häufig zunächst in die Monosaccharide Glucose und Galactose gespalten 

werden, da viele Organismen das Disaccharid nicht direkt verstoffwechseln können. Häufig ist 

nur eine Teilsubstitution der Kohlenstoffquelle durch Molke möglich [38, 48, 54, 55]. Weiterhin ist 

eine zusätzliche Supplementierung z. B. mit Hefeextrakt notwendig [56]. Vielversprechender 

erscheint die direkte enzymatische Umsetzung von Lactose in höherwertige Derivate (Abbildung 

2-3). 

Hydrolyse 

Glucose + 

Galactose 

Isomerisierung 

Tagatose 

Isomerisierung 

Lactulose 

Polymerisation 

GOS 

Polymerisation 

Lactosucrose 

Lactose 

Oxidation 

Lactobionsäure 

Reduktion 

Lactilol 

Fermentation 

Milchsäure 

Dehydrierung 

Lactid 

Polymerisierung 

Polymilchsäure 

Fermentation 

Ethanol 

Abbildung 2-3: Derivate der Lactose nach [57] 

Denkbar sind vor allem solche Produkte, die als Zusätze zur Herstellung von Functional Foods 

derzeit in den Fokus der Lebensmittelindustrie rücken. Zu nennen sind in diesem Zusammenhang 

vorrangig Lactulose, GOS oder Tagatose. Letztgenannte wird als kalorienarmer Süßstoff 

vertrieben [57]. Abbildung 2-3 gibt einen Überblick über die Derivate der Lactose. Seki (2012) [57] 

und Nath et al. (2015) [58] geben in ihren Reviews einen Überblick über die Herstellung und 

Anwendungsmöglichkeiten der gelisteten Derivate. 

5


2.1.2 Nanofiltration von Molke 

Die Nanofiltration (NF) kann hinsichtlich ihrer Trenncharakteristik zwischen Ultrafiltration (UF) und 

Umkehrosmose (RO) eingeordnet werden. Sie erlaubt die Abtrennung von Partikeln bzw. 

Molekülen im Größenbereich von 1 nm [59]. Hierbei begründet sich der Rückhalt auf komplexe 

Mechanismen wie sterische Hinderungen oder Donnan- und dielektrische Effekte im Falle 

geladener Moleküle. Wesentliche Membraneigenschaften sind der effektive Porenradius und die 

Oberflächenladung der Membran. Da die NF-Membranen zumeist aus einem polymeren 

amphoterischen Material (häufig Polyamid) bestehen, zeichnet sich die aktive Trennschicht durch 

hydrophile Eigenschaften und ihre Anfälligkeit für eine Hydratisierung sowie Ionisierung aus. Die 

Konformation der Polymerketten ist somit abhängig von der Ionenstärke und dem pH-Wert der 

zu filtrierenden Lösung. Diese übt damit einen direkten Einfluss auf die Filtrationsleistung der NF 

aus [60]. Die Vielfältigkeit der Wechselwirkungen zwischen der Membran und der zu filtrierenden 

Lösung bedingt einerseits ein breites Anwendungsfeld der NF in der industriellen Praxis, 

andererseits ist eine Vorhersage der Filtrationscharakteristik aufgrund der komplexen 

Stofftransportvorgänge schwieriger als bei anderen Filtrationsprozessen [61]. 

NF kann, unter der Voraussetzung des Einsatzes einer geeigneten Membran, zur Konzentrierung 

der Lactose in Molke bei gleichzeitiger Abtrennung von Salzen und niedermolekularen 

Komponenten wie Milchsäure eingesetzt werden. Bisherige Ziele des Einsatzes von NF zur 

Konzentrierung von Molke sind die Wiedergewinnung der organischen Wertstoffe und die 

Reduzierung der Abwasserbelastung in der Molkereiwirtschaft [62]. Der Einsatz der NF stellt 

damit eine kostengünstigere Alternative zu Elektrodialyse und Ionenaustausch dar [63]. Mittels 

NF werden Trockensubstanzgehalte von 17 - 25 % bei gleichzeitiger Reduzierung des 

Salzgehalts um bis zu 40 % (60 % bei Einsatz der Diafiltration) und einer Entsäuerung von 30 % 

erreicht [62, 64]. Zudem existiert ein Patent, das ein Verfahren zur Gewinnung von Lactose aus 

Molke beschreibt [65]. Hierbei wird die Molke bei 60 bar mittels NF konzentriert bis die Lactose 

in einer Konzentration von 295 g/L vorliegt. Die übersättigte Konzentratphase wird anschließend 

in einen Tank überführt, um die Kristallisation des Disaccharids durch Zugabe von Impfkristallen 

auszulösen. Ein Überblick über die Literatur zur Konzentrierung von Molke mittels NF ist in 

Tabelle 9-1 (Anhang) hinterlegt. 

Polyvalente Ionen werden durch die NF-Membranen in höherem Maße zurückgehalten als 

monovalente. Die zumeist negative Ladung von NF-Membranen bedingt zudem eine erhöhte 

Permeation monovalenter Kationen im Vergleich zu Anionen. Um die Elektroneutralität des 

Systems zu gewährleisten, treten Anionen jedoch ebenfalls über die Membran. Im Falle der 

Filtration von Molke kann lediglich Cl - aufgrund seiner geringen Größe die Membran passieren. 

Durch den Donnan-Effekt kann das Anion im Permeat eine höhere Konzentration aufweisen als 

im Konzentrat und einen geringeren Rückhalt als die monovalenten Kationen erreichen [66, 67]. 

Die Rückhalte der Ionen in der Molke sinken entsprechend gemäß folgender Reihenfolge: 

Ca 2+ > Mg 2+ > P > Na + > K + > Cl - . Die Demineralisierung steigt hierbei mit der Konzentrierung [66]. 

Gleichzeitig steigt auch der Lactoseverlust mit steigender Konzentrierung. Entsprechend muss 

6


ein Kompromiss zwischen erreichter Konzentrationssteigerung und der Ausbeute an Zucker 

gefunden werden [67]. 

2.2 Konzept der Präbiotika 

Das komplexe Verhältnis zwischen der mikrobiellen Darmflora und der Gesundheit von Mensch 

und Tier ist bisher noch nicht vollständig erforscht [16, 68]. Das Konzept sieht jedoch allgemein 

einen Zusammenhang zwischen einer ausbalancierten mikrobiellen Darmflora und der 

Widerstandsfähigkeit gegenüber Infektionen vor. Die Ansiedlung pathogener Keime soll hiernach 

über die Konkurrenz um Nährstoffe und Adhäsionsplätze oder die Bildung toxischer 

Komponenten durch die Bakterien der Darmflora unterbunden werden [16]. 

Unmittelbar mit der Geburt eines Säuglings beginnt die Aufnahme von Mikroorganismen aus der 

Umwelt und damit die Besiedlung seines bis dahin sterilen Magen-Darmtrakts. Vorwiegend 

handelt es sich hierbei um Enterococcen, Lactobacillen, Straphylococcen und Bifidobacterien. 

Die Ernährung des Neugeborenen bestimmt von da an wesentlich die morphologischen, 

funktionellen und immunologischen Reifeprozesse des Verdauungstraktes und damit der 

intestinalen mikrobiologischen Flora [69]. Vor allem die Bifidobakterien und Lactobacillen gelten 

hierbei als Grundlage einer gesunden Flora, die vor Infektionen schützt [70]. 

Ein Vergleich der mikrobiellen Zusammensetzung der Darmflora von Kleinkindern, die von ihren 

Müttern gestillt wurden, mit derjenigen von Kleinkindern, die Babynahrung erhielten, zeigt einen 

deutlichen Unterschied. So ist die Zahl an Bifidobakterien innerhalb der Bakterienpopulation bei 

erstgenannten dominierend, während bei nicht gestillten Kindern eine Gleichverteilung aller 

Bakteriengattungen vorzufinden ist [71, 72]. In diesem Zusammenhang wird von einem 

„bifidogenen“ Effekt der Muttermilch gesprochen, dessen Ursache nicht allein einer einzelnen 

Substanz zuzuschreiben ist, sondern der vielmehr das Ergebnis einer Kombination verschiedener 

Inhaltsstoffe darstellt [73]. Dennoch zeigen Copper et al. (2006) [73] in ihrem Review, dass die 

Hauptkomponente, die das Wachstum von Bifidobakterien ohne Zweifel begünstigen kann, die 

Kohlenhydratfraktion der Milch ist. Muttermilch enthält mehr als 130 verschiedene Human-Milch- 

Oligosaccharide (HMO) in einer Konzentration von 5 - 10 g/L. Sowohl die strukturelle Vielfalt als 

auch die Menge an HMO sind einzigartig und bisher durch künstliche Kindernahrungsmittel nicht 

abbildbar [74]. 

Auf dem Wissen über die Wirkung von HMO gründet sich das Konzept der Präbiotika. Die 

International Scientific Association of Probiotics and Prebiotics (ISAPP) definiert diese seit 2008 

als “selectively fermented ingredient that results in specific changes in the composition and/or 

activity of the gastrointestinal microbiota, thus conferring benefit(s) upon host health” [75]. Gemäß 

dem allgemeinen Verständnis müssen Präbiotika folgende Kriterien erfüllen [2]: 

7


 

 

 

Resistenz gegenüber Verdauungssäften, dem Abbau von Enzymen und 

gastrointestinaler Absorption 

Fermentation durch intestinale Mikroflora 

Selektive Stimulierung des Wachstums und/oder der Stoffwechselaktivität intestinaler 

Bakterien, die mit Gesundheit und Wohlbefinden in Verbindung gebracht werden 

Das Konzept der Präbiotika setzt entsprechend die Existenz von Mikroorganismen im Darm 

voraus. Demgegenüber ist das Ziel des Einsatzes sogenannter Probiotika die Steigerung der 

Anzahl von Bakterien einer bestimmten Gattung über die Aufnahme lebender Mikroorganismen 

mit einem Nahrungsmittel [70]. 

Bei den Oligosacchariden (OS) handelt es sich um kurzkettige Polysaccharide, die aus zwei bis 

20 Molekülen aufgebaut sind [70]. Folgenden Sacchariden werden präbiotische Wirkungen 

nachgesagt [76]: Inulin, Fructooligosaccharide (FOS), GOS, Soya-OS, Xylo-OS, Pyrodextrine, 

Isomalto-OS, (Lactulose). McFarlaine et al. (2006) [76] stellen in einer Literaturstudie dar, dass 

vor allem den FOS, den GOS und der Lactulose nachweislich präbiotische Wirkung 

zuzuschreiben ist. Auch Roberfroid (2007) [77] kommt in seinem Review zu dem Schluss, dass 

aus derzeitiger Sicht lediglich bei den drei genannten Substanzen der Status des Präbiotikums 

bewiesen ist. Lebensmittel, deren gesundheitsfördernde Wirkung durch Oligosaccharidadditive 

erhöht wird, werden unter dem Begriff der Functional Foods zusammengefasst [78]. Patentiert 

wurden in diesem Zusammenhang vor allem Produkte auf Milch- und Molkenbasis, deren 

Lactosegehalt simultan zur GOS-Anreicherung reduziert wird [79–83]. Darüber hinaus werden 

alternative Süßungsmittel mit gesundheitsfördernder Wirkung vorgeschlagen [84–86]. 

Antibiotika und Präbiotika in der landwirtschaftlichen Tierhaltung 

Die von Tierärzten abgegebene Menge an antibiotika-wirksamen Medikamenten in Deutschland 

wurde erstmals repräsentativ im Jahr 2011 im Rahmen der Studie „VetCAb 1 -Pilot“ im Auftrag des 

Bundesinstituts für Risikobewertung ermittelt. Aus dieser Studie geht hervor, dass ein Schwein 

während seiner 115-tägigen Mast an durchschnittlich 4,2 Tagen Antibiotika erhält. Hähnchen 

werden innerhalb ihrer 39-tägigen Lebensdauer an 10,1 Tagen mit einem antibiotischen Wirkstoff 

behandelt [87]. Laut einer Erhebung des Bundesamts für Verbraucherschutz und 

Lebensmittelsicherheit wurden in Deutschland in den letzten Jahren rund 1500 t/a Antibiotika in 

der Nutztierhaltung eingesetzt [88]. 

Ein großer Anteil der eingesetzten Medikamente wird prophylaktisch verabreicht. Grund hierfür 

ist ein wachstumsfördernder Effekt auf das Tier, der sich in einer 3 - 5 %igen Steigerung der 

Futterverwertung und der Massezunahme zeigt [89]. In der intensiv betriebenen Tierzucht wird 

beim Auftreten von Krankheitserscheinungen bei einem Tier häufig zudem der gesamte Stall 

prophylaktisch mit Antibiotika versorgt, um einer Ausbreitung entgegenzutreten [90]. 

Dieser hohe Einsatz von Antibiotika begünstigt zunehmend das Auftreten von resistenten 

Krankheitserregern. Die Ergebnisse des nationalen Resistenzmonitorings (2011/2012) 

1 

Veterinary Consumption of Antibiotics 

8


tierpathogener Erreger (GERM-Vet 2 ), das vom Bundesamt für Verbraucherschutz und 

Lebensmittelsicherheit durchgeführt wurde, beziffern hohe Resistenzraten. Insbesondere bei 

Darmkeimen wie E. coli und S. aureus, die als Auslöser von Durchfallerkrankungen bei Ferkeln 

und Kälbern gelten, werden Unempfindlichkeiten gegenüber gängigen Antibiotika von 50 - 80 % 

notiert [91]. Bereits seit 2006 sind deshalb mit Antibiotika versetzte Futter zum Zwecke der 

Leistungsförderung in der EU verboten [11]. Im Jahr 2014 ist ergänzend die 16. Novelle des 

Arzneimittelgesetzes in Kraft getreten, die den Einsatz von Tierarzneimitteln über ein 

umfangreiches Dokumentationssystem überwachen sowie letztlich regulieren und reduzieren soll 

[15]. Der zunehmende Druck auf die Landwirte und das öffentliche Interesse fördern nun die 

Suche nach Alternativen. 

Sterblichkeitsraten in der Viehzucht sind vor allem Darmkrankheiten zuzuschreiben. Der damit 

einhergehende Produktivitätsverlust und eine Kontaminationsgefahr der Produkte für die 

menschliche Ernährung stellen für die Industrie die größten Probleme dar [11]. 

Forschungsarbeiten der letzten Jahrzehnte haben gezeigt, dass die Widerstandsfähigkeit 

gegenüber Krankheiten durch intestinale Mikroorganismen erhöht werden kann, deren Zahl durch 

die Aufnahme bestimmter Kohlenhydrate (Präbiotika) begünstigt wird [16]. Sowohl für Geflügel, 

Schweine als auch für Wiederkäuer wurden deshalb bereits mit Oligosacchariden angereicherte 

Futterpräparate patentiert [92–95]. Wissenschaftliche Artikel weisen auf positive Effekte hin, die 

von einer Wachstumsförderung und besseren Futteraufnahme bis hin zur Veränderung der 

mikrobiologischen Darmpopulation und Immunantwort bei den genannten Tieren reichen [96–99]. 

Auch im Bereich der Fischzucht werden ähnliche Effekte dokumentiert [100, 101]. Hoseinifar et 

al. (2015) [102] fassen in ihrem Review aktuelle Studien zu diesem Thema zusammen. 

2.3 Galactooligosaccharide 

Bei den Galactooligosacchariden (GOS) handelt es sich um langkettige Saccharide, die über eine 

Transgalactosylierungsreaktion durch das Enzym β-Galactosidase synthetisiert werden. Diese 

Oligosaccharide sind hierbei sowohl aus technologischer als auch aus ernährungsphysiologischer 

Sicht interessant [103]. 

GOS sind eine inhomogene Mischung aus Oligosacchariden, die jeweils aus einem 

Glucosemolekül sowie ein bis fünf Galactoseeinheiten aufgebaut sind (Galn-Glu, n = 1 - 5). Sie 

unterscheiden sich anhand des Polymerisierungsgrades sowie der Art der glycosidischen 

Verknüpfung. Möglich sind β1-3, β1-4 sowie β1-6 Verbindungen zwischen den 

Monosaccharideinheiten. Die Zusammensetzung der GOS-Fraktion hängt hierbei in erster Linie 

vom Ursprung des eingesetzten Enzyms ab [1]. In Abbildung 2-4 sind die drei Arten der 

glycosidischen Verknüpfungen zwischen den Monosacchariden der GOS-Struktur abgebildet. 

Eine ausführliche Übersicht über bisher bekannte GOS-Strukturen ist dem Review von Torres et 

al. (2010) [104] zu entnehmen. 

2 

German Resistance Monitoring in Veterinary Medicine 

9


Abbildung 2-4: GOS-Strukturen (n = 1 - 4) nach [17] 

GOS sind farblos und wasserlöslich. Sie besitzen nur einen mäßig süßen Geschmack, der dem 

0,3 - 0,6-fachen der Süßkraft von Saccharose entspricht. Entsprechend geeignet sind sie für den 

Einsatz als Bulkmaterial in Lebensmitteln. Darüber hinaus werden GOS weder von den Bakterien 

der Mundhöhle und durch Speichel zersetzt noch durch Enzyme und Verdauungssäfte im 

Dünndarm abgebaut. Sie besitzen lediglich 50 % des Kaloriengehalts von Saccharose und 

zeichnen sich durch einen geringeren glycämischen Index als andere Zucker aus. In 

Lebensmitteln können sie so als zahnfreundlicher, kalorienarmer Zuckerersatzstoff eingesetzt 

werden, der sich auch für Diabetiker eignet [105]. 

Im Vergleich zu Fructooligosacchariden und Inulin zeichnen sich GOS durch eine deutlich höhere 

Stabilität aus. So bleibt die Struktur selbst bei einer Temperatur von 120 °C für 30 min erhalten. 

Auch bei längerer Lagerung bei pH 3,6 und 30 °C für 14 Monate bleiben die Gesamtkonzentration 

wie auch die Zusammensetzung unverändert. Hygienetechnische Maßnahmen innerhalb von 

Produktionsprozessen, wie eine Pasteurisation oder Sterilisation, sind entsprechend möglich 

[106]. 

2.3.1 Präbiotische Wirkung 

Um als Präbiotikum zu wirken, muss eine Substanz unverdaut in den Darm gelangen. Im 

Zusammenhang mit Oligosacchariden spielt die Konfiguration der am anomeren C-Atom 

gebundenen OH-Gruppe der Monomere eine wesentliche Rolle. Oligosaccharide, deren 

Monosacchariduntereinheiten über die OH-Guppen in β-Stellung (Position liegt über der 

jeweiligen Ringfläche) verknüpft sind, erweisen sich als unverdaulich [107]. GOS werden von den 

Enzymen des menschlichen Verdauungstraktes nicht abgebaut, da diese eine Spezifität 

gegenüber α-glycosidischen Verknüpfungen aufweisen, die Verknüpfung zwischen den 

Oligosaccharideinheiten jedoch der genannten β-Konfiguration entspricht [108]. Die 

unterschiedlichen physiologischen Effekte von GOS sind nachfolgend aufgeführt: 

10


 

 

 

 

Bifidogener Effekt: Die Stimulierung des Wachstums bifidogener Bakterien mit 

einhergehender Zunahme an kurzkettigen Fettsäuren führt zu einem Absinken des pH- 

Werts im Darm [109–116]. 

Aufnahme von Mineralien: Da die Löslichkeit von Mineralstoffen insbesondere von 

Calcium im sauren Milieu höher ist, wird ein Zusammenhang zwischen der Resorption 

und der erhöhten Aktivität säurebildender Bakterien bei GOS-Aufnahme genannt [117– 

119]. 

Schutz des Magendarmtraktes vor der Adhäsion/Kolonisierung durch potenzielle 

Krankheiterreger: GOS imitieren hiernach die Bindungsstellen von Krankheitserregern 

auf der Oberfläche intestinaler Epithelzellen. Sie wirken entweder selbst als molekulare 

Rezeptoren oder stellen Antiadhäsive dar, die kompetitiv eine Anhaftung von Bakterien 

an der Darmwand verhindern. Bakterien, die an GOS binden, werden ausgeschwemmt. 

Eine Kolonisierung wird verhindert [120–122]. 

Immunmodulatorische Wirkung: Stärkung der Immunantwort und damit einhergehende 

Verringerung des Antibiotikabedarfs [123–127]. 

Weiterhin sehen neueste Studien eine vorbeugende Wirkung im Zusammenhang mit 

kolorektalem Krebs [128]. Der gesundheitsfördernde Effekt hängt wesentlich von der aufgenommenen 

Menge an GOS bezogen auf das Körpergewicht der Testperson ab [109, 110, 124]. 

Depeint et al. (2008) [110] vergleichen das kommerzielle Vivinal ® GOS (β-Galactosidase aus B. 

circulans) mit einem Produkt eines Enzyms aus B. bifidum. Sie stellen fest, dass der bifidogene 

Effekt im Falle des von ihnen hergestellten Produktes höher, als beim kommerziellen GOS ist. 

Sie schließen daraus, dass die Selektivität des Präbiotikums vom bakteriellen Ursprung des 

Enzyms abhängt. Ein ausführlicher Überblick über Studien zur präbiotischen Wirkung ist 

verschiedenen Reviews zu entnehmen [1, 75, 105]. 

2.3.2 Enzymatische GOS-Synthese 

2.3.2.1 β-Galactosidasen und der Reaktionsmechanismus 

Zur Synthese von Oligosacchariden werden Glycosidasen (Glycosid-Hydrolasen E.C. 3.2) 

eingesetzt. Diese katalysieren die hydrolytische Spaltung von glycosidischen Verknüpfungen in 

Oligo- und Polysaccharide mit hoher Stereospezifität [129]. β-Galactosidasen (E.C. 3.2.1.23; β- 

D-Galactosid Galactohydrolase [130]) sind in der Industrie zur Herstellung lactosefreier Produkte 

weit verbreitet. Bei geeigneter Reaktionsführung kann neben der Hydrolyse auch eine 

Transgalactosylierung zur Synthese von Oligosacchariden erfolgen [105]. Der allgemeine 

Reaktionsmechanismus gliedert sich hierbei in zwei Schritte (Abbildung 2-5). Das aktive Zentrum 

des Enzymes enthält zwei Carbonsäurereste. Einer fungiert als nucleophiler, der andere als 

Säure/Base Katalysator. Der erste Schritt der Reaktion verläuft gemäß einem Doppel- 

Verdrängungsmechanismus (Double-Replacement-Mechanism), bei dem das anomere Zentrum 

des Kohlenhydrats die Angriffsstelle des deprotonierten Carboxylats darstellt. Die glycosidische 

11


Säure/Base 

Hydrolyse 

Nucleophil 

C-O Bindung wird getrennt, und es entsteht ein kovalenter Enzym-Substrat-Komplex. Die 

Reaktion wird dabei durch den Carbonsäurerest, der als Säure reagiert, unterstützt. Der Enzym- 

Substrat-Komplex tritt im zweiten Schritt der Reaktion mit einem nucleophilen Akzeptor in 

Wechselwirkung. Dieser Schritt wird durch die konjugierte Base der zweiten Carboxylgruppe 

unterstützt. Das Verhältnis zwischen Hydrolyse und Transgalactosylierung wird von dem 

Verhältnis k2·[H2O]/k3·[Akzeptor] bestimmt. Damit spielen die Konzentration des Akzeptors und 

die intrinsischen Eigenschaften des Biokatalysators, wie seine Affinität zur Bindung des 

Akzeptormoleküls anstelle von Wasser, eine übergeordnete Rolle [129]. 

Enzym-Substrat- 

Komplex 

Transgalactosylierung 

Abbildung 2-5: Schematische Darstellung des Reaktionsmechanismus von β-Galactosidasen nach [129] 

Im Zusammenhang mit der in dieser Arbeit angestrebten Synthese von GOS, stellt die Lactose 

das Substrat dar (Abbildung 2-6). Im ersten Schritt der Umsetzung wird das Disaccharid 

gespalten und Glucose freigesetzt. Der Galactosyl-Enzym-Komplex kann im zweiten Schritt 

entweder mit Wasser (Hydrolyse) oder mit einem Zucker (Transgalactosylierung) reagieren. Als 

Resultat wird entweder Galactose oder entsprechend ein Oligosaccharid freigesetzt. Das 

Verhältnis von Hydrolase- zu Transferaseaktivität bestimmt den Anteil an freigesetzten 

Monosacchariden zu den Oligosacchariden. Entscheidender Faktor ist die Konkurrenz zwischen 

Wasser und den alternativen Akzeptoren um den enzymgebundenen Galactosylrest. Hohe 

Zuckerkonzentrationen begünstigen die Bildung von Oligosacchariden, eine hohe Wasseraktivität 

begünstigt vor allem Monosaccharide [105]. 

12


Gal 

Zucker 

Gal 

Zucker 

E 


Zucker 

Gal-Glu 

+ 

E 

Gal-Glu 

E 

Gal 

E 

Gal 

Glu 

Wasser 

Hydrolyse 

Zucker = 

Mono-, Di-, 

Oligosaccharid 

Gal-Glu 

= 

Lactose 

Glu 

Gal 

= Glucose = Galactose 

Abbildung 2-6: Modellvorstellung der Umsetzung von Lactose durch β-Galactosidasen nach [131] 

Bei der Enzymreaktion handelt es sich um eine kinetisch kontrollierte Reaktion. Die Konzentration 

des Produktes steigt zunächst mit der Umsetzung des Substrates bis zu einem Maximum an. An 

diesem Punkt entspricht die Bildungs- der Hydrolyserate [129]. Zu den Einflussparametern der 

enzymatischen Reaktion zählen die Lactose- sowie die Enzymkonzentration, der 

Enzymursprung, der pH-Wert und die Temperatur sowie die Anwesenheit verschiedener Ionen. 

2.3.2.2 Einflussparameter der enzymatischen GOS-Synthese 

Lactose- und Enzymkonzentration 

Bei der zur GOS-Synthese eingesetzten Lactose kann es sich sowohl um aufgearbeitete reine 

Lactose handeln [132, 133] als auch um ultrafiltriertes Molkenpermeat. Letztgenanntes kann 

direkt durch Ultrafiltration von Molke gewonnen [132–134] oder aus Molkenpulver in gewünschter 

Konzentration angesetzt werden [132, 133, 135–137]. 

Bei der Transgalactosylierungsreaktion handelt es sich ebenfalls um eine kinetisch kontrollierte 

Umsetzung. Eine hohe Lactosekonzentration begünstigt entsprechend die GOS-Bildung, da die 

Verfügbarkeit des Saccharids gegenüber Wasser als Akzeptor für den Galactosyl-Rest steigt 

[138–141]. Unter Einsatz des kommerziellen Enzympräparats Maxilact ® L2000 ist so 

beispielsweise eine Zunahme der GOS-Ausbeute von 13 auf 31 Gew.-% durch eine Erhöhung 

der Lactoseausgangskonzentration von 100 auf 300 g/L zu erreichen [142]. Huerta et al. (2011) 

[143] und Iwasaki et al. (1996) [139] setzten jeweils um die 550 g/L Lactose ein und erzielen 

ebenso eine GOS-Ausbeute von etwa 30 Gew.-%. Torres et al. (2010) [104] stellen in ihrem 

13


Review dar, dass bis zu einer Ausgangslactosekonzentration von 300 g/L eine proportionale 

Abhängigkeit zwischen der Disaccharidmenge und der GOS-Ausbeute besteht. Für Werte über 

300 g/L ist keine weitere Optimierung zu verzeichnen. Die maximale Startkonzentration des 

Milchzuckers wird hierbei durch seine geringe Löslichkeit in Wasser begrenzt. Eine Erhöhung der 

Lactosekonzentration wirkt sich laut Vera et al. (2012) [144] nur unter der Voraussetzung der 

vollständigen Löslichkeit positiv auf die GOS-Bildung aus. Die Forscher untersuchen die GOS- 

Bildung durch ein Enzym aus Aspergillus oryzae in übersättigter Lactoselösung (bis 600 g/L). 

Durch die Kristallisation der Lactose bei Konzentrationen über 400 g/L (T < 50 °C) entsteht eine 

heterogene Lösung und die Ausbeute sinkt [144]. Eine Möglichkeit höhere 

Lactosekonzentrationen zu nutzen, bietet der Einsatz von hyperthermophilen Enzymen. Diese 

erlauben eine GOS-Synthese bei 80 °C und Lactosekonzentrationen von 600 g/L. Park et al. 

(2008) [145] zeigen jedoch, dass hierdurch zwar eine höhere GOS-Konzentration erreicht werden 

kann, die Ausbeute dennoch für Lactoseausgangskonzentrationen von 300 - 600 g/L 

weitestgehend unverändert bleibt. 

Neben der Ausbeute wirkt sich die Lactosekonzentration auch auf die Zusammensetzung der 

Oligosaccharidfraktion, genauer den Anteil langkettiger Moleküle, aus [146]. So steigt der Anteil 

an Tetrasacchariden laut Palai et al. (2012) [147] um das Dreifache bei einer Verzehnfachung 

der Substratkonzentration. Pentasaccharide können erst ab einer Konzentration von 420 g/L 

Lactose nachgewiesen werden. 

Die Menge an Enzym hat demgegenüber keinen Einfluss auf die maximale GOS-Konzentration. 

Eine höhere Biokatalysatormenge beschleunigt einerseits die Umsetzung des Substrats Lactose, 

sodass die maximale GOS-Menge in einer kürzeren Zeitspanne erreicht wird, andererseits 

bedingt sie jedoch auch eine Erhöhung der Geschwindigkeit der GOS-Hydrolyse [138, 144]. 

Enzymursprung 

Am häufigsten wird in der Literatur die GOS-Synthese mit Enzymen aus der Hefe Kluyveromyces 

lactis [132, 134, 140], der Pilzgattung Aspergillus [136, 139, 143, 144] sowie mit Biokatalysatoren 

aus den Bakterien Bacillus circulans [147–149] oder Bifidobacterium sp. [150, 151] genannt. Die 

β-Galactosidasen zeigen je nach ihrem mikrobiellen Ursprung Unterschiede hinsichtlich der 

Kinetik, der GOS-Ausbeute, der Massenanteile von Di-, Tri- und höheren Sacchariden sowie der 

Art der glycosidischen Verknüpfung zwischen den Monosaccharideinheiten [131, 137, 146, 152, 

153]. Enzyme des Bakteriums B. circulans zeigen im direkten Vergleich die höchste GOS- 

Ausbeute, gefolgt von den Biokatalysatoren aus A. oryzae, K. lactis und K. fragilis [146, 154]. 

Enzyme der Hefe Kluyveromyces ssp. (K. fragilis und K. lactis) zeigen hierbei dasselbe 

Oligosaccharidmuster, das lediglich Trisaccharide umfasst. B. circulans demgegenüber 

synthetisiert nennenswerte Mengen an Tetra- und Pentasacchariden. Auch die Chromatogramme 

der GOS-Fraktion eines Enzyms aus A. oryzae zeigen längerkettigte Moleküle [146]. Die 

Verteilung und der Anteil der jeweiligen glycosidischen Verknüpfung zwischen den 

Monosaccharideinheiten sind spezifisch für jedes Enzym. Das Enzym aus K. lactis bildet 

Oligosaccharide, die zu 41 % β1-6 Verbindungen zwischen den Galactoseeinheiten aufweisen. 

14


Demgegenüber zeigen GOS-Produkte, die durch ein Enzym aus B. circulans synthetisiert 

werden, einen hohen Anteil (55- 72 %) an β1-4 Bindungen [138]. Eine detailliertere Analyse der 

Struktur der gebildeten GOS durch Enzyme aus A. aculeatus [155], A. oryzae [156, 152] und 

K. lactis [140, 157] ist den genannten Veröffentlichungen zu entnehmen. Eine Übersicht 

mikrobieller β-Galactosidasen mit Transgalactosylierungsaktivität ist dem Review von Park und 

Oh (2010) zu entnehmen [158]. 

Inhibitoren und Aktivatoren (Monosaccharide und Ionen) 

Verschiedene Stoffe können Einfluss auf die enzymatische Reaktion nehmen. Insbesondere die 

Hydrolyseprodukte und verschiedene Ionen sind in diesem Zusammenhang zu nennen. 

Verschiedene Autoren haben die GOS-Bildung in Abhängigkeit von der Konzentration der 

Monosaccharide untersucht [147, 159, 160]. Je nach Enzym können beide Hydrolyseprodukte, 

oder aber nur eins, eine hemmende Wirkung auf die Hydrolyse und die 

Transgalactosylierungsreaktion haben [159]. Biokatalysatoren aus B. circulans zeigen eine 

stärkere Beeinflussung durch Glucose, Enzyme aus A. oryzae werden deutlicher durch Galactose 

inhibiert [146]. Demirhan et al. (2008) [159] zeigen, dass sich die Hydrolyserate von Lactose durch 

ein Enzym aus K. lactis in Anwesenheit von 0,584 mol/L Galactose im Vergleich zur 

galactosefreien Probe um bis zu 39 % verringert. Die Monosaccharide beeinflussen die Kinetik 

über unterschiedliche Mechanismen [160]. Galactose wirkt als kompetitiver, Glucose als nicht 

kompetitiver Inhibitor [138]. 

Ionen können sowohl als Aktivatoren als auch als Inhibitoren wirken [161]. Sie treten als 

Ladungsträger mit funktionellen Gruppen des Enzyms im Wechselwirkung. Auf diese Weise 

können sie eine bestimmte Konformation stabilisieren, die die Aktivität des Biokatalysators 

begünstigt oder sie sind direkt Teil der aktiven Stelle des Enzyms [162]. Insbesondere der Einsatz 

von Milch und Molke zur Lactosehydrolyse/GOS-Synthese kann durch die jeweilige Abhängigkeit 

der enzymatischen Aktivität von gelösten Salzen beschränkt werden [137, 159, 163]. 

pH-Wert und Temperatur 

pH-Wert und Temperatur wirken sich auf die Aktivität und die Stabilität von Biokatalysatoren aus. 

Enzyme aus der Hefe Kluyveromyces ssp. sind im neutralen pH-Bereich und bei Temperaturen 

um 40 °C aktiv. Demgegenüber erweisen sich β-Galactosidasen der Pilzgattung Aspergillus als 

thermo- und säurestabiler. Enzyme aus dem Bakterium B. circulans besitzen ein 

Aktivitätsoptimum im Bereich von 65 - 75 °C und pH 6,2 - 6,6 [32]. 

Die Temperatur und der pH-Wert haben im Allgemeinen gegenüber der Substratkonzentration 

nur eine untergeordnete Bedeutung für die GOS-Synthese. Zwar hängt die Aktivität der Enzyme 

von diesen Parametern ab, jedoch weisen verschiedene Autoren übereinstimmend nach, dass 

kein Einfluss auf die GOS-Ausbeute besteht [141, 146, 147, 160]. Lediglich bei sehr geringen 

Lactosekonzentrationen (34 g/L) kann eine Abhängigkeit von der Temperatur und dem pH-Wert 

angenommen werden [139]. Eine Reaktionsführung bei hoher Temperatur ist im Zusammenhang 

mit hohen Lactosekonzentrationen interessant. Die Löslichkeit von Lactose liegt bei 20 °C nur bei 

15


192 g/L. Durch eine Verdopplung der Temperatur erhöht sich diese auf 326 g/L [164]. Vor dem 

Hintergrund der Abhängigkeit zwischen Lactosekonzentration und GOS-Ausbeute ist somit eine 

Erhöhung der Löslichkeit durch die Temperatur in den Grenzen der Enzymstabilität anzustreben 

[144]. 

2.3.2.3 Kontinuierliche GOS-Synthese im Membranbioreaktor 

Prinzipiell lassen sich zwei Möglichkeiten des Enzymeinsatzes unterscheiden. Im Batch-Betrieb 

wird das Enzym lediglich einmalig verwendet. Nach erfolgter Reaktion wird es durch eine 

Pasteurisation inaktiviert. Eine Mehrfachnutzung unter Erhalt der Aktivität ist demgegenüber 

entweder durch eine Bindung des Biokatalysators an einen Träger oder durch die Abtrennung 

mittels UF in einem Membranreaktor zu erreichen [135, 165]. 

Die Möglichkeit der Wiedergewinnung und Mehrfachnutzung von Enzymen kann aus 

wirtschaftlicher Sicht interessant sein [165]. Einen Ansatz bietet hierbei die Immobilisierung der 

Enzyme auf Trägerpartikeln. Nachteil dieser Herangehensweise sind jedoch die 

Diffusionswiderstände, die eine Hydrolyse der gebildeten Oligosaccharide begünstigen [166]. 

Beim Einsatz einer Ultrafiltrationseinheit zur physikalischen Immobilisierung des Biokatalysators 

tritt dieses Problem nicht auf. Native Enzyme stehen in direktem Kontakt mit der homogen 

durchmischten Substratlösung [165]. Weiterhin bietet der Einsatz des Membranmoduls die 

Möglichkeit einer unabhängigen Steuerung der Kontaktzeit zwischen Enzym und 

Substrat/Produkt. Durch die Einstellung der Verweilzeit können theoretisch die Menge an 

gebildeten GOS und die Zusammensetzung der Reaktionsmischung bestimmt werden [103]. Die 

Verweilzeit sollte hierbei nicht zu hoch sein, um eine Hydrolyse der gebildeten GOS zu verhindern 

[131, 142]. Die Verweilzeit kann im Rahmen der technischen Gegebenheiten des 

Membranmoduls und der physikalischen Eigenschaften der Substratlösung variiert werden. 

Hierbei haben folgende Parameter Einfluss: 

 

 

 

Membraneigenschaften (z. B. Membranmaterial, Porengröße) 

Eigenschaften der Feedlösung (z. B. die Konzentration gelöster Komponenten) 

Prozessgrößen (z. B. Druck, Crossflow Geschwindigkeit, Temperatur) 

Für die Optimierung der kontinuierlichen Umsetzung von Lactose zu GOS ist eine genaue 

Untersuchung der Abhängigkeiten der oben genannten Parameter nötig [142]. In der Literatur 

werden in diesem Zusammenhang keramische Membranen [131, 133, 142], hydrophilisierte 

Polyethersulfon (PESU) [131, 165] sowie Cellulose Membranen [138] eingesetzt. Die Auswahl 

des Membranmaterials muss hierbei gemäß dessen Kompatibilität zum Enzym erfolgen [167]. 

Die Porengröße der Membran muss in Abhängigkeit von der Enzymgröße so gewählt werden, 

dass kein Enzymverlust über das Permeat auftritt [165]. Da das Molekulargewicht üblicher β- 

Galactosidasen bei 100 kDa liegt [131], beträgt der MWCO (molecular weight cut of) geeigneter 

Membranen 10 kDa [135, 138, 165], 20 kDa [131] sowie maximal 50 kDa [131]. Mit der 

Verkleinerung Porengröße sinkt hierbei bei konstantem Druck der Permeatvolumenstrom eines 

bestimmten Mediums, während die Verweilzeit steigt [131]. 

16


Der Permeatfluss verhält sich im Idealfall proportional zum Druck und umgekehrt proportional zur 

Viskosität des Mediums. Diese Korrelation stimmt im Bereich geringer Drücke, schwach 

konzentrierter Feedlösungen sowie hoher Crossflow Geschwindigkeiten, wenn die Einflüsse der 

Konzentrationspolarisation minimal sind [167]. Eine Pufferlösung weist beispielsweise im 

Vergleich zu einer 30 g/100mL Lactoselösung mit Enzym einen 5-fach höheren Fluss über eine 

polymere UF-Membran mit einem MWCO von 50 kDa bei einem TMP von 1 bar auf. Die 

Erhöhung des TMP auf 1,5 bar erhöht den Permeatvolumenstrom im Falle der Pufferlösung, 

während sich für die Lactoselösung kaum eine Abhängigkeit zwischen diesen beiden 

Prozessgrößen erkennen lässt [131]. Die Konzentrationspolarisation kann die Permeation des 

Mediums soweit verringern, dass die benötigte optimale Verweilzeit für die GOS-Synthese 

überschritten wird [133]. Prozessgrößen, wie die Temperatur, müssen im Falle der parallel zur 

Enzymreaktion betriebenen Ultrafiltration an das Aktivitätsoptimum des Biokatalysators 

angepasst werden. Gleichzeitig wirkt sich dieser Parameter auf die Löslichkeit der Komponenten 

sowie die Viskosität des Mediums und somit auf den Permeatfluss aus [168]. 

Foda et al. (2000) [135] betreiben die GOS-Synthese mit dem kommerziellen Enzympräparat 

Maxilact ® L2000 kontinuierlich sowohl im Labor als auch im Pilotmaßstab. Im Labor erreichen sie 

bei einer Lactosekonzentration von 230 g/L eine GOS-Ausbeute von 20 Gew.-%, die über 2,45 h 

konstant gehalten wird. Im Falle der Piloteinheit wird eine Ausbeute von bis zu 31 Gew.-% 

erreicht. Ebrahimi et al. (2010) [142] erzielen unter Einsatz von Maxilact ® L2000 und einer 

Lactoseausgangskonzentration von 30 Gew.-% eine GOS-Ausbeute von bis zu 38 Gew.-% im 

kontinuierlichen Verfahren. Im direkten Vergleich von Batch- und kontinuierlichem Betrieb wird im 

erstgenannten Fall eine höhere Ausbeute/Konzentration an GOS erzielt. Dennoch ist die Masse 

an synthetisiertem Produkt pro eingesetzter Enzymmenge bei kontinuierlicher Betriebsweise 

höher [138, 133]. Eine Übersicht wissenschaftlicher Artikel hierzu ist Tabelle 9-2 im Anhang zu 

entnehmen. 

Die Betriebsweise hat laut Chockchaisawasdee et al. (2005) [138] keinen Einfluss auf die GOS- 

Zusammensetzung und Struktur. Demgegenüber bemerken Petzelbauer et al. (2002) [165] einen 

deutlichen Unterschied in den relativen Anteilen der Saccharidfraktionen. So sind bei 

kontinuierlichem Betrieb ein bis zu 4-fach höheres Di- zu Trisaccharidverhältnis sowie ein 5 bis 

30-fach höherer Anteil der β1-3-Verknüpfung zu verzeichnen. 

Die kontinuierliche GOS-Synthese im Membranreaktor wird zeitlich durch die Stabilität der 

Enzyme begrenzt. Eine Inaktivierung des Biokatalysators kann durch unspezifische Adsorption 

an der Membran, durch die Reaktion mit reduzierenden Zuckern bei hoher Temperatur sowie in 

Abhängigkeit von der Rezirkulationsrate beim Umpumpen erfolgen [165]. 

2.3.3 Verfahren zur Aufreinigung von GOS 

Um ein möglichst reines Produkt zu erhalten, muss die GOS-Fraktion von den Nebenprodukten 

Glucose und Galactose sowie vom nicht umgesetzten Substrat Lactose getrennt werden. Vor 

allem für den Einsatz in Lebensmitteln für Menschen, die unter Lactoseintoleranz oder Diabetes 

17


leiden, ist eine Gewinnung reiner GOS, ohne Lactose- und Glucose-Anteile, interessant. Ein 

Überblick über die Literatur befindet sich im Anhang (Tabelle 9-3). Hierbei wird der Begriff der 

Reinheit jeweils auf den Massenanteil der GOS an der Gesamtzuckerfraktion bezogen (Kapitel 

4.4). 

Mittels Nanofiltration können die Saccharide gemäß ihrer Molekülgröße fraktioniert werden. 

Allgemein sinkt hierbei mit steigender Konzentration und der Temperatur der Rückhalt der 

Saccharide, da der diffusive Transport der Moleküle über die Membran gefördert wird [169, 170]. 

Ebenfalls weisen Studien eine Zunahme der Porengröße von Membranen mit der 

Temperaturerhöhung nach [171]. Demgegenüber steigt der Rückhalt der Komponenten mit dem 

Druck. Einerseits ist dies auf die Kompaktierung der Membran bei hohen Drücken 

zurückzuführen. Dieses physikalische Phänomen führt zu einer Verringerung der Membrandicke 

und der effektiven Größe der Membranporen. Hierdurch sinkt wiederum der MWCO (molecular 

weight cut off) [169, 172]. Andererseits führt die Erhöhung des Drucks zu einer relativen Erhöhung 

des konvektiven Flusses des Lösungsmittels im Vergleich zur diffusiven Permeation der gelösten 

Moleküle [172]. Zur Aufreinigung der GOS muss der Rückhalt derselben höher sein als derjenige 

der unerwünschten Nebenprodukte. Einfluss auf die Trennleistung können der 

Trockenmassegehalt, die Temperatur sowie der Druck nehmen [172–174]. Dennoch ist der 

Rückhalt der Komponenten nicht allein von der Molekülkettenlänge abhängig. Obgleich Lactose 

und GOS mit einem Polymerisationsgrad von zwei (Disaccharid) dasselbe Molekulargewicht 

aufweisen, unterscheiden sie sich anhand der Monosaccharideinheiten und der glycosidischen 

Verknüpfung zwischen diesen. Hieraus resultieren sterische Unterschiede sowie verschiedene 

Freiheitsgrade bei der Bewegung. Der Rückhalt von GOS mit dem Polymerisationsgrad zwei 

(Disaccharid) beträgt in den Versuchen von Botelho-Cunha et al. (2010) [174] 87 %, während 

Lactose lediglich zu 77 % im Konzentrat verbleibt. Mit Hilfe der NF können bis zu 90,5 % der 

Monosaccharide und 52,5 % der Lactose abgetrennt werden. Der Anteil der GOS an der 

Gesamtzuckerfraktion wird in diesem Fall, mit einer Wiederfindung an Oligosacchariden von 

70 %, von 36,4 auf 54,5 Gew.-% erhöht [173]. 

Eine andere Möglichkeit ist die Fermentation der unerwünschten Zucker durch Mikroorganismen 

[175]. Ein Ansatzpunkt ist der kombinierte Einsatz eines Bakteriums und einer Hefe. Eine 

S. thermophilus Kultur baut Lactose zu Glucose und Galactose ab und verwertet die Glucose. 

Die Galactose wird nachfolgend von der Hefe S. cerevisiae verstoffwechselt. Die GOS-Reinheit 

in einer Saccharidmischung kann auf diese Weise von 40 auf bis zu 95 Gew.-% erhöht werden 

[176]. Hernandez et al. (2006) [177] erzielen unter Einsatz von S. cerevisiae einen 100 %igen 

Abbau der Monosaccharide zu Ethanol (EtOH) und CO2. Demgegenüber gelingt Goulas et al. 

(2007) [178] lediglich ein partieller Abbau der Galactose mit Hilfe der genannten Kultur. Grund ist 

eine hohe Zuckerkonzentration und die damit einhergehende Akkumulation von 

Stoffwechselendprodukten (EtOH) im Medium infolge des Abbaus von Glucose. Diese hemmen 

die weitere Fermentation der verbliebenen Galactose. 

Eine weitere Möglichkeit zur Fraktionierung ist das Verfahren der Adsorption. Zwei mögliche 

Adsorbertypen können hier eingesetzt werden: Aktivkohle und Ionenaustauscher. Erstgenannte 

18


besitzen eine höhere Affinität für Oligosaccharide, während zweitgenannte Monosaccharide 

bevorzugt binden. Die Adsorption von Sacchariden an Aktivkohle wird von verschiedenen 

Autoren für unterschiedliche Mono-, Di- und Oligosaccharide untersucht. Zu nennen sind in 

diesem Zusammenhang die Aufreinigung von Fructooligosacchariden [179, 180], 

Maltooligosacchariden [181] und Xylooligosacchariden [182]. Die Stärke der Wechselwirkung 

zwischen Adsorbat und Adsorbens steigt mit dem Molekulargewicht der Saccharide, bedingt 

durch die Zunahme an CH-Gruppen im Molekül. Diese bestimmen die Hydrophobizität des 

Zuckers. Da Aktivkohle eine unpolare Oberfläche aufweist, steigt die Stärke der Adsorption 

entsprechend von Mono- zu Oligosacchariden. Im Falle einer natürlichen Mischung 

unterschiedlicher Zucker spielen die Konzentrationsverhältnisse der Stoffe untereinander 

ebenfalls eine Rolle [179]. Die Desorption der Saccharide erfolgt mittels eines Ethanol/Wasser- 

Gemisches. Um die Oligosaccharide als Wertprodukt möglichst rein zu selektieren, werden die 

Monosaccharide zunächst durch geringe EtOH-Konzentrationen (5 Vol.-%) eluiert. Zur 

Wiedergewinnung von längerkettigen Zuckern sind, aufgrund der höheren Bindungsstärke, 

anschließend Alkoholkonzentrationen von 10 - 50 Vol.-% nötig. Zusätzlich bietet Aktivkohle die 

Möglichkeit, eine Entsalzung durchzuführen [179]. Im Bereich der präparativen Chromatographie 

werden Kationenaustauscher eingesetzt [183]. Moravcik et al. (2012) [184] testen vier ionische 

Formen eines kommerziellen Adsorbers. Sie zeigen, dass die Adsorption vor allem von 

Siebeffekten geprägt ist. Entsprechend weisen GOS die geringste Affinität auf. Kritisch ist die 

Trennung zwischen GOS und Lactose, die Abtrennung von Glucose und Galactose ist aufgrund 

der unterschiedlichen Retentionszeiten gut möglich. Unter der Voraussetzung einer 90 %igen 

Reinheit wird eine Wiederfindung von max. 29,1 % erreicht. 

Hernandez et al. (2009) [177] vergleichen die Eignung von Nanofiltration, Fermentation, 

Adsorption sowie Größenausschlusschromatographie zur weiteren Aufreinigung eines 

kommerziellen GOS-Produktes (Vivinal ® GOS). Erstgenannte Methode schließen sie aufgrund 

mangelnder Selektivität zwischen den unterschiedlichen Sacchariden aus. Die Fermentation von 

Hefe ermöglicht lediglich die Abtrennung der Monosaccharide, zeichnet sich allerdings durch 

einen geringen Verlust von Di- und Oligosacchariden aus. Das Ergebnis der Adsorption unter 

Einsatz von Aktivkohle hängt stark von der eingesetzten EtOH-Konzentration ab. Ein Kompromiss 

muss an dieser Stelle zwischen der Wiederfindung der GOS und deren Reinheit gefunden 

werden. Die Größenausschlusschromatographie bietet laut Hernandez et al. (2009) [177] das 

größte Potenzial zur Herstellung eines reinen GOS-Produktes. Allerdings ist diese Methode sehr 

zeitaufwändig und kostenintensiv. Darüber hinaus liegt das Produkt letztlich stark verdünnt vor. 

In der Literatur finden sich weitere Ansätze zur Aufreinigung von GOS. Zu nennen ist die 

Abtrennung von Lactose über eine Oxidation derselben zu lactobionischer Säure mit 

anschließenden chromatographischen Trennschritten [185, 186]. Dieses mehrstufige Verfahren 

ermöglicht eine nahezu vollständige Abtrennung von Ionen, Mono- und Disacchariden. Splechtna 

et al. (2001) [186] erhöhen auf diese Weise die Reinheit von GOS von 41 auf 97 Gew.-%. Eine 

andere Methode ist die Fällung von GOS aus einer 90 %igen EtOH Lösung. Sen et al. (2011) 

[187] erreichen hierdurch eine Reduzierung an Monosacchariden von 48 auf 4 Gew.-%, bei 

19


gleichzeitiger Erhöhung der Reinheit der GOS von 15 auf 75 Gew.-%. Montanes et al. 

(2009- 2012) [188–190] untersuchen das Potenzial von überkritischem CO2 in Kombination mit 

polaren Co-Lösungsmitteln. Sowohl Mono- als auch Disaccharide können mit Hilfe dieser Technik 

abgetrennt werden. Die GOS-Reinheit lässt sich von 29 auf 75 Gew.-% bei einer Wiederfindung 

von 94 % steigern [188]. 

2.3.4 Kommerzielle β-Galactosidasen und GOS-Produkte 

Die Herstellung von GOS in einem industriellen Maßstab begann in den 1980er Jahren. In Japan 

sind GOS-Produkte seit 1995 kommerziell erhältlich. Hierzu zählen die Oligomate- (Yakult) und 

die Cup-Oligo- (Nissin Sugar Mfg. Co.) Produkte. In Europa sind GOS in der Lebensmittelindustrie 

seit 1997 zu finden [191]. Tabelle 9-4 im Anhang fasst die kommerziell erhältlichen GOS- 

Produkte, deren Reinheit sowie die eingesetzten Enzympräparate zusammen. Ein direkter 

Vergleich unterschiedlicher GOS-Produkte (Tabelle 2-1) zeigt, dass das Präparat King- 

Prebiotics ® GOS aus China mit einem GOS-Anteil von 99 Gew.-% seit 2014 das reinste auf dem 

Markt ist. Hierbei beziehen sich die Angaben zur Zusammensetzung der Produkte jeweils auf den 

Massenanteil des jeweiligen Saccharids bezogen auf die Masse der Gesamtsaccharidfraktion. 

Tabelle 2-1: Zusammensetzung der GOS-Produkte (in Gew.-% Gesamtzucker) 

Bimuno 

[192] 

Floraid 

GOS 3 

[193] 

King- 

Prebiotics ® 

GOS [194] 

Oligomate 

[191] 

Purimune 

[195] 

Vivinal ® 

GOS 

[106] 

Lactose 25 – 35 28,6 

13 7 – 10 19 

Glucose 6 – 10 24,7 1 

22 0 – 1,0 20 

Galactose 4 – 7 9,33 9 0 – 0,5 1 

GOS 47 – 53 39,0 99 56 90 – 92 60 

Demgegenüber weisen die anderen Produkte Reinheiten von 39 - 90 Gew.-% auf. Die 

industriellen Verfahrensabläufe zur Herstellung von GOS gleichen sich in wesentlichen Punkten. 

Alle Produkte werden auf Basis von reiner Lactose, die aus Süßmolkenpermeat gewonnen wird, 

hergestellt. Hierzu wird die Lactose im Puffer gelöst und temperiert. Anschließend erfolgen die 

Zugabe des Enzyms und die daraufhin beginnende Umsetzung des Disaccharids zu GOS, 

Glucose und Galactose. Im Anschluss wird der Biokatalysator inaktiviert (Hitze und/oder 

Zitronensäure) und mittels UF abgetrennt. Die Aufreinigung der Saccharidmischung umfasst 

Verfahren zur Entfärbung (Aktivkohle), Filtrationsschritte (Mikro-, UF, NF) und den Einsatz von 

Ionenaustauschern. Letztlich wird das Produkt mittels Eindampfung aufkonzentriert (GOS-Sirup) 

und einer Sprühtrocknung unterzogen (GOS-Pulver) [106, 191–195]. Abweichend von dem oben 

3 

Anteile von Galactose und Lactose werden als Trans-Disaccharide mit in die GOS-Bilanz aufgenommen. 

Daher beträgt die Summe 103,15 % 

20


genannten generellen Vorgehen weisen die Herstellungsverfahren spezifische Besonderheiten 

auf, die zu den Unterschieden in der Reinheit und der Zusammensetzung führen. So kommt z. B. 

zur Herstellung von Oligomate 55N ein System aus zwei Enzymen zum Einsatz. Eine β- 

Galactosidase aus Sporobolomyces singularis dient zunächst dem Kettenaufbau. Nach 

Inaktivierung derselben mittels Erhitzen und der Anpassung der Reaktionsbedingungen wird ein 

Enzym aus Kluyveromyces lactis zur Hydrolyse der verbleibenden Lactose zugesetzt. Auch diese 

Umsetzung wird schließlich durch eine thermische Inaktivierung des Biokatalysators beendet 

[191]. Zur Herstellung des King-Prebiotic ® GOS wird ein Fermentationsschritt mit Hefe zur 

Erhöhung der GOS-Reinheit zwischengeschaltet [194], während im Falle des Purimune 

chromatographische Verfahren eine hohe Reinheit der GOS-Fraktion sicherstellen [195]. 

Abgesehen von der absoluten Reinheit unterscheiden sich die Produkte weiterhin anhand der 

Zusammensetzung der GOS-Fraktion (Tabelle 2-2). 

Tabelle 2-2: Zusammensetzung der GOS-Fraktion (Gew.-%) 

Bimuno 

[192] 

Floraid 

GOS 

[193] 

King- 

Prebiotics ® 

GOS [194] 

Oligomate 

[191] 

Purimune 

[195] 

Vivinal ® 

GOS 

[106] 

Disaccharide 36 22,95 1 4 26 16 – 21 33 

Trisaccharide 40 46,72 39 61 38 – 52 39 

Tetrasaccharide 

19,67 27 8 

18 

24 

25 – 29 

Höhere 10,66 33 5 10 

Zurückzuführen sind diese Unterschiede auf das eingesetzte Enzympräparat. Letzteres bestimmt 

die charakteristische Zusammensetzung der Oligosaccharidmischung im Sinne der 

Kettenlängenverteilung sowie der Verknüpfungsstellen zwischen den Monosacchariden. Zur 

Herstellung von GOS stehen verschiedene kommerzielle β-Galactosidasen zur Auswahl. Diese 

sind in Tabelle 9-5 im Anhang zusammen mit Referenzen zu wissenschaftlichen Artikeln 

aufgeführt. Je nach mikrobiellem Ursprung und Gewinnungsprozess unterscheiden sich die 

Präparate anhand ihres optimalen Wirkungsbereichs. Unterschieden werden kann generell 

zwischen Enzymen, die im neutralen pH-Bereich (6,5- 7) aktiv sind, und solchen, die im sauren 

Milieu (pH 3,5 - 5,5) arbeiten. Erstgenannte Enzyme haben ihren Ursprung in der Hefegattung 

Kluyveromyces, zweitgenannte werden aus der Pilzgattung Aspergillus extrahiert. 

4 

Mono- und Disaccharide 

21

3 Aufbau und Zielsetzung der Arbeit 


In der vorliegenden Arbeit wird die experimentelle Untersuchung der biotechnologischen 

Herstellung präbiotischer Galactooligosaccharide (GOS) behandelt. Bisher werden diese 

vorwiegend auf Basis synthetischer Lactoselösungen über eine Transgalactosylierungsreaktion 

im neutralen pH-Bereich synthetisiert. Ein breiteres wissenschaftliches Verständnis über die 

Einflussgrößen und zugrundeliegenden Zusammenhänge stellt hierbei die Basis für die 

Etablierung vielseitigerer Herstellungsoptionen dar. Beispielhaft soll deshalb die Möglichkeit des 

Einsatzes von (Sauermolken-) Permeat (MP) für die Herstellung präbiotischer GOS eruiert 

werden. Letztlich sollen die Erkenntnisse die Entwicklung eines Verfahrens ermöglichen, das 

unter Berücksichtigung der komplexen Zusammensetzung der Molke ein GOS-Produkt generiert, 

welches qualitativ (GOS-Reinheit) vergleichbar mit derzeit kommerziell erhältlichen Präparaten 

ist. Die Gliederung der Arbeit orientiert sich hierbei am generellen Verfahrensverlauf, bestehend 

aus der Vorbehandlung der Molke, der GOS-Synthese und der nachgegliederten GOS- 

Aufreinigung. In Abbildung 3-1 ist eine schematische Darstellung des angedachten Verfahrens 

abgebildet. Der markierte Bereich kennzeichnet hierbei diejenigen Verfahrensschritte, die im 

Rahmen dieser Arbeit betrachtet und nachfolgend weiter ausgeführt werden. Die native 

Rohmolke (RM) (hier: Sauermolke) wird in der Molkerei bislang mittels Nanofiltration (NF1) 

vorkonzentriert. Anschließend werden die Proteine mittels Ultrafiltration (UF1) abgetrennt, um als 

Konzentrat (whey protein concentrate, WPC) im Bereich der Lebensmittelindustrie eingesetzt zu 

werden. Für das verbleibende Sauermolkenpermeat (MP) existiert bisher keine 

Wertschöpfungsstrategie. 

Salze, Milchsäure 

WPC 

GOS 

MK 

MP 

NF1 UF1 NF2 

Ad 

RM 

MPK 

β-Gal 

UF2 

GOS-haltiges 

MPK 

EBR 

GOS-haltiges MPK 

+ β-Gal 

Abbildung 3-1: Schematische Darstellung des Prozesses zur Herstellung von GOS aus Molke (NF: 

Nanofiltration; UF: Ultrafiltration; EBR: Enzymbioreaktor; Ad: Adsorption; RM: Rohmolke (Sauermolke); MK: 

Sauermolkenkonzentrat; MP: Sauermolkenpermeat (TS 16 - 18 %); MPK: Sauermolkenpermeatkonzentrat 

(TS > 25 %); β-Gal: β-Galactosidase; WPC: Molkenproteinkonzentrat) 

22


Vorbehandlung der Molke 

Die Voraussetzung für die enzymatische GOS-Synthese ist eine hohe Lactosekonzentration 

(Kapitel 2.3.2.2). Die Nanofiltration (NF2) erlaubt an dieser Stelle eine selektive Konzentrierung 

von Lactose bei gleichzeitiger Reduzierung des Salzgehalts und der Gewinnung von Milchsäure 

über das Permeat. Zur Vorbehandlung der Molke in Form einer Konzentrierung soll ein Screening 

zur Auswahl einer geeigneten Membran durchgeführt werden. Anschließend werden 

Filtrationsversuche in einem Plattenmodul realisiert, mit dem Ziel den Trockensubstanzanteil im 

Konzentrat (MPK) auf über 25 % zu erhöhen. Eine derart hohe Konzentrierung wird bisher in der 

Literatur nicht beschrieben (Tabelle 9-1 im Anhang). Insbesondere die Rückhaltecharakteristik 

der einzelnen Komponenten bei der Konzentrierung dieses Mehrkomponentensystems im 

Bereich von hohen Trockensubstanzanteilen soll im Rahmen dieser Arbeit untersucht werden. 

Hierbei wird die NF nicht wie üblich bei 3 - 30 bar [170], sondern bei 70 - 80 bar betrieben. 

GOS-Synthese 

Kommerziell werden GOS bisher auf Basis reiner Lactoselösungen im Batch (ohne 

Enzymrecycling) im pH-Bereich über 4,8 synthetisiert (Kapitel 2.3.4). Die Herstellung der 

Oligosaccharide aus (Sauer-) Molkenpermeatkonzentrat (MPK) (TS > 25 %) wird bisher in der 

Literatur nicht beschrieben und ist deshalb Gegenstand dieser Arbeit. Für den Einsatz von 

Sauermolke als Substrat wird zunächst ein alternativer Biokatalysator ausgewählt und 

charakterisiert. Wichtige Prozessparameter, die sich auf die Stabilität und Aktivität des Enzyms 

auswirken, müssen vor dem Hintergrund einer Anwendung im sauren pH-Bereich (pH < 4,8) und 

angesichts der komplexen Zusammensetzung der Substratlösung identifiziert werden. 

Insbesondere die Wirkung der Molkenkomponenten (Salze, Milchsäure) auf die GOS- 

Synthesereaktion ist an dieser Stelle schrittweise in Batch-Versuchen zu untersuchen und die 

Zusammensetzung der GOS-Fraktion aus Molke ist zu analysieren. Auf Basis dieser Ergebnisse 

soll vor dem Hintergrund der Reaktionskinetik ein Vergleich von Batch-, Recycle-Batch- und 

kontinuierlicher Umsetzung zur Identifizierung der geeigneten Reaktionsführung erfolgen. 

Hinsichtlich einer möglichen kommerziellen Anwendung ist eine kontinuierliche GOS-Synthese 

mit Rückgewinnung und Mehrfachnutzung des Biokatalysators über eine Ultrafiltrationseinheit 

(UF2) anstelle der bisher gängigen Batch-Fahrweise mit Enzyminaktivierung über 

Hitzeeinwirkung (Pasteurisation) zu betrachten. Im Rahmen dieser Arbeit soll insbesondere 

aufgezeigt werden, ob eine Enzymwiedergewinnung über die Kopplung von Enzymbioreaktor 

(EBR) und der Ultrafiltrationseinheit (UF2) in Anbetracht hoher Enzymkonzentrationen und der 

vergleichsweise hohen Viskosität des MPK möglich ist. 

GOS-Aufreinigung 

In wissenschaftlichen Untersuchungen zur Aufreinigung von GOS aus Zuckergemischen werden 

größtenteils vereinfachte synthetische Lösungen eingesetzt (Tabelle 9-3 im Anhang). Die 

vorliegende Reaktionslösung enthält jedoch neben den Zielprodukten GOS zudem nicht 

umgesetzte Lactose, deren Hydrolyseprodukte Glucose und Galactose sowie Molkeninhaltsstoffe 

23


wie Milchsäure und Salze. Bisherige industrielle Prozesse umfassen mehrstufige 

Aufreinigungsschritte (Kapitel 2.3.4). Trotz der Komplexität der in diesem Fall molkebasierten 

Lösung soll hier die Adsorption von GOS an Aktivkohle als einstufige Aufreinigungsmethode 

erarbeitet werden. In Batch-Versuchen wird die quantitative und selektive Adsorption von GOS 

an unterschiedlichen Aktivkohlen untersucht. Die Anwendbarkeit der geeigneten Aktivkohle in 

Säulen soll anschließend aufgezeigt und relevante Prozessparameter identifiziert werden. Ziel ist 

die experimentelle Untersuchung eines adsorptiven Verfahrens mit Aktivkohle zur selektiven 

Isolierung von GOS aus dem Mehrkomponentensystem und deren Gewinnung in einer 

handelsüblichen Reinheit von mindestens 60 Gew.-% (bezogen auf die Gesamtsaccharidfraktion). 

Die experimentell ermittelten Daten sollen letztlich die Entwicklung verfahrenstechnischer 

Herstellungsoptionen von GOS aus Sauermolkenpermeat (MP) ermöglichen. Um abschließend 

bewerten zu können, welches Gesamtkonzept das größte Potenzial für eine erfolgreiche 

Ausnutzung der gewonnenen Erkenntnisse im Zusammenhang mit einer wirtschaftlichen GOS- 

Herstellung besitzt, wird eine Kostenabschätzung durchgeführt. Es gilt im Einzelnen zu klären, 

ob sich die Kosten für die Molkenkonzentrierung mittels NF durch die erzielbare Erhöhung der 

GOS-Ausbeute decken lassen und ob eine Mehrfachnutzung der Enzyme gegenüber dem 

einmaligen Einsatz im Batch rentabel ist. 

24

4 Material und Methoden 


Nachfolgend werden die eingesetzten Materialien, Methoden und Analyseverfahren vorgestellt. 

Eine Auflistung aller Chemikalien (Tabelle 9-6) und Geräte (Tabelle 9-7) ist dem Anhang zu 

entnehmen. Tabelle 9-8 und Tabelle 9-9 im Anhang zeigen eine Auflistung der Konzentrationen 

von Lactose, Milchsäure und Ionen unterschiedlicher Chargen des verwendeten 

Ausgangsmaterials des Molkenpermeats (Paul Mertens GmbH, Neuenkirchen). Hierbei handelt 

es sich in dieser Arbeit ausnahmslos um das proteinfreie Permeat der Sauermolke. Um die 

Vergleichbarkeit der Werte sicherzustellen und einen Einfluss durch wechselnde 

Zusammensetzungen auszuschließen, wird für Versuchsreihen jeweils Molkenpermeat (MP) oder 

Molkenpermeatkonzentrat (MPK) einer Charge/eines Versuchs als Substrat verwendet 

(Ausnahme: Kapitel 5.1.2). Beim eingesetzten Enzym handelt es sich um eine β-Galactosidase 

(β-Gal) aus A. oryzae. Das Enzym wird in zwei Formen, als Granulat oder als flüssiges Präparat, 

eingesetzt. Für jedes Experiment wird spezifiziert, ob das flüssige (fl.) oder das granulare (gr.) 

Präparat verwendet wird. Die Analyse der Zusammensetzung der Proben erfolgt mittels 

chomatographischer Verfahren. Nähere Informationen zu den Verfahren sind im Anhang (ab 

S.151) hinterlegt. 

4.1 Enzymcharakterisierung mittels oNPG-Assay 

Die Enzymcharakterisierung umfasst die Bestimmung der Aktivität sowie die Bewertung der 

Langzeitstabilität des Enzyms in Abhängigkeit von Prozessparametern und erfolgt mittels oNPG- 

Assay. Der Assay zur Bestimmung der Aktivität von β-Galactosidasen beruht auf der 

hydrolytischen Spaltung von oNPG (ortho-Nitrophenyl-β-D-galactopyranosid) zu oNP (ortho- 

Nitrophenol) und Galactose durch das Enzym. oNP weist hierbei eine gelbe Färbung auf, die 

mittels Spektrophotometrie beim Absorptionsmaximum von 420 nm detektiert werden kann. Im 

Anhang in Abbildung 9-2 ist die Kalibrationsgerade zwischen der gemessenen Extinktion (E) und 

der Konzentration an oNP [mM] abgebildet. Das genaue Vorgehen zur Bestimmung der 

Enzymaktivität ist Tabelle 9-15 im Anhang zu entnehmen. Die Aktivität des Enzyms wird wie folgt 

bestimmt: 

mM 

Aktivität [ 

min∙g ] = ΔE 

S ∙ 1 t ∙ 1 

∙ V ∙ VF 

m 

(1) 

Enzym 

mit 

ΔE Extinktion [-] 

mEnzym Masse des eingesetzten Enzyms (gr.) = 8 · 10 -7 g 

S 

Steigung der Kalibriergeraden = 1,7046 L/mM 

t 

Reaktionszeit = 10 min 

V 

Volumen oNPG-Lösung = 0,00048 L 

VF Verdünnungsfaktor [-] 

25


4.1.1 Aktivität 

Zur Bestimmung des Wirkoptimums des Enzyms wird der oNPG-Assay unter variablen 

Temperatur- und pH-Bedingungen oder in Anwesenheit zusätzlicher Stoffe durchgeführt. 

Zur Bestimmung des Temperaturmaximums werden Versuche im Bereich von 25 - 75 °C bei pH 

4,5 durchgeführt. Die pH-Wert abhängige Aktivität wird bei einer Temperatur von 50 °C 

betrachtet. Das Substrat oNPG und das Enzym werden abweichend von der allgemeinen 

Vorgehensweise (Tabelle 9-15 im Anhang) in McIlvaine Puffer unterschiedlichen pH-Werts 

angesetzt. 

Zusätzlich wird der Einfluss von Nebenprodukten ermittelt. Für die Bestimmung des Einflusses 

der Monosaccharide auf die enzymatische Aktivität werden Glucose und Galactose in 

Konzentrationen von 40 - 120 g/L in der oNPG Lösung gelöst. Der Assay wird anschließend wie 

in Tabelle 9-15 beschrieben durchgeführt. Die Identifizierung des Inhibierungsmechanismus 

erfolgt wie in [196] beschrieben über die Bestimmung der Michelis-Menten-Kinetik in An- und 

Abwesenheit von Galactose. Hierbei wird eine Verdünnungsreihe der im Standardassay 

eingesetzten oNPG-Konzentration im McIlvaine Puffer (5,2- 1,04 g/L) angesetzt. Zusätzlich 

werden dem Reaktionsansatz jeweils 60 g/L Galactose beigefügt. 

Für die Bewertung des Einflusses der Salze orientieren sich die Ionenkonzentrationen an 

denjenigen im NF-MPK (Tabelle 5-3). Zur Bewertung der relativen Aktivität in Abhängigkeit von 

Na + und K + werden 250 µL Salzlösung (McIlvaine-Puffer pH 4,5) zusätzlich zum Reaktionsschritt 

hinzugegeben. Als Nullprobe für die Bestimmung der relativen Aktivität werden 250 µL der 

Pufferlösung (McIlvaine-Puffer, pH 4,5) verwendet. Der Einfluss von Ca 2+ - und Mg 2+ -Ionen wird 

abweichend in Batch-Versuchen über die Umsetzung von Lactose betrachtet. Dazu werden 

350 g/L Lactose im McIlvaine-Puffer gelöst. Ein Ansatz wird mit der entsprechenden Menge des 

Salzes versetzt. Als Referenz dient eine Lösung desselben pH-Wertes ohne Salz. Im 

Schüttelkolben wird die Reaktion unter Zugabe von 0,8 g/L Enzym (fl.) initiiert. Nach einer 20- 

minütigen Reaktionszeit wird das Enzym durch Erhitzen auf 80 °C für mindestens 3 min 

inaktiviert. Die umgesetzte Menge an Lactose wird mittels HPLC bestimmt. Eine Übersicht der 

eingesetzten Salzkonzentrationen ist Tabelle 9-16 zu entnehmen. 

4.1.2 (Langzeit-) Stabilität 

Für die Langzeitstabilitätsbewertung werden 0,04 g/L Enzym (gr.) im McIlvaine Puffer einerseits 

bei pH 4,5 und variablen Temperaturen (25- 62,5 °C), andererseits bei konstanter Temperatur 

und variablen pH-Werten (3,5- 5,5) inkubiert. Proben werden in regelmäßigen Abständen, wie in 

Tabelle 9-15 beschrieben, mittels oNPG-Assay analysiert. 

Die Bewertung der Stabilität des Enzyms gegenüber dem Membranmodul im Labormaßstab 

erfolgt indem 400 mL einer 0,4 g/L Enzymlösung (gr.) (McIlvaine Puffer, pH 4,5) über einen 

Zeitraum von 5 h bei maximaler Pumprate (200 mL/min) im Totalrecycle, das heißt unter 

26


Permeatrückführung, umgewälzt werden. In definierten Abständen werden Proben per oNPG- 

Assay analysiert. 

4.2 GOS-Synthese im Batch-Versuch 

Die Untersuchung der GOS-Synthese im Batch wird auf Basis von Lactose, Molkenpermeat (MP) 

oder Molkenpermeatkonzentrat (MPK) durchgeführt. Lactose wird jeweils im McIlvaine Puffer in 

gewünschter Konzentration angesetzt. Die Reaktion wird unter konstanten Temperaturbedingungen 

und unter Gewährleistung einer gleichmäßigen Durchmischung durchgeführt. Die 

Inaktivierung der Enzyme erfolgt für 3 min bei 80 - 90 °C. Anschließend werden die Proben direkt 

auf Eis gestellt und bis zur HPLC-Analyse tiefgefroren. Um die Vergleichbarkeit zwischen den 

experimentell ermittelten Werten dieser Arbeit mit den Daten aus der Literatur zu gewährleisten, 

wird, wie üblich im Zusammenhang mit wissenschaftlichen Arbeiten zum Thema GOS [144, 147, 

160], die Zusammensetzung der Saccharidfraktion im Reaktionsverlauf in Gew.-% angegeben 

(Gleichung 2). Unter der Voraussetzung, dass Lactose im Verlauf der enzymatischen Umsetzung 

ausschließlich und verlustfrei in GOS, Glucose und Galactose umgewandelt wird, entspricht die 

Masse an ursprünglicher Lactose zum Reaktionsbeginn (t0) der Summe der Saccharide (Lactose, 

GOS, Glucose, Galactose) zu jedem späteren Zeitpunkt im Reaktionsverlauf (t1). Eine Bewertung 

der Synthesereaktion erfolgt über die Bestimmung der Ausbeute nach [154]. Diese entspricht 

dem Massenanteil der GOS bezogen auf die Ausgangslactosemasse und wird wie folgt definiert 

(Gleichung 3). Die Ausbeute der Monosaccharide wird analog zur GOS-Ausbeute bestimmt. Der 

Umsatz der Lactose wird gemäß der Gleichung 4 bestimmt. 

m GOS, t1 

m Lactose, t0 

+ m Glucose, t 1 

m Lactose, t0 

+ m Galactose, t 1 

m Lactose, t0 

+ m Lactose, t 1 

m Lactose, t0 

∙100 % = 100 Gew.-% (2) 

GOS-Ausbeute [Gew.-%] = m GOS, t 1 

m Lactose, t0 

= 

m GOS, t1 

m GOS, t1 + m Lactose, t1 + m Glucose, t1 + m Galactose, t1 

∙ 100 % 

(3) 

Lactose-Umsatz [Gew.-%]= (1 - m Lactose, t 1 

m Lactose, t0 

) ∙ 100 % (4) 

mit 

m 

t0 

t1 

Masse [g] 

Zeitpunkt des Reaktionsbeginns 

Zeitpunkt im Reaktionsverlauf t1 

27


4.3 Filtrationsversuche 

In dieser Arbeit werden Versuche zur Konzentrierung von MP mittels Nanofiltration (NF) sowie 

Experimente zur Enzymwiedergewinnung mittels Ultrafiltration (UF) durchgeführt. Diese erfolgen 

sowohl im Labor- als auch im Technikumsmaßstab. 

4.3.1 Nanofiltration (NF) zur Konzentrierung von Molke 

Die Auswahl einer geeigneten NF-Membran für die Molkenkonzentrierung erfolgt in 

Membranrührzellen im Dead-End Betrieb (Abbildung 9-3 im Anhang). Eine Auflistung der 

eingesetzten Membranen ist Tabelle 9-18 im Anhang zu entnehmen. Die Zelle ist eine 

Eigenanfertigung aus Edelstahl und für Drücke bis 100 bar ausgelegt. Der benötigte Druck für die 

Filtration wird durch eine, über ein Manometer regulierbare, Stickstoffgasflasche bereitgestellt. 

Der Innenraum der Rührzelle besitzt ein Fassungsvermögen von 350 - 400 mL. Mittels eines 

Magnetrührers (750 rpm) wird eine homogene Durchmischung der zu filtrierenden Lösung und 

eine Reduzierung der Deckschichtbildung auf der Membran gewährleistet. Die Membran hat 

einen kreisförmigen Durchmesser von 7,5 cm und wird mit Hilfe eines Dichtrings auf einer Sinter- 

/Lochplatte fixiert. Die Bestimmung der Membranleistung erfolgt, wie nachfolgend angegeben, 

gravimetrisch über die Kalkulation der pro Zeiteinheit filtrierten Masse an Flüssigkeit. 

L 

Permeatleistung [ 

m 2 ∙ h ] = 

m Permeat 

ρ Permeat 

∙ ∆t ∙ A Membran 

(5) 

mit 

mPermeat Masse an Permeat [kg] 

ρPermeat Dichte des NF-Permeats = 1 kg/L (Annahme) 

Δt 

Zeitintervall [h] 

AMembran Membranfläche = 0,0044 m² 

Der Rückhalt von Komponenten wird, sofern nicht anders angegeben, wie folgt berechnet: 

Rückhalt [%] = (1 - c i, Permeat 

c i, Feed 

) ∙ 100 % 

(6) 

mit 

ci 

Konzentration der Komponente i im Permeat bzw. Feed [g/L] 

Vor jedem Versuch wird der Wasserwert der Membran nach Anleitung im jeweiligen Datenblatt 

aufgenommen und verifiziert. Gleichzeitig wird die Membran auf diese Weise komprimiert und 

von möglichen Verunreinigungen aus dem Herstellungsprozess befreit. Jede Membran wird 

einmal verwendet. 

28


Im Technikumsmaßstab erfolgt die Konzentrierung von MP im Plattenmodul. Das gesamte Modul 

ist für einen Betriebsdruck von 140 bar ausgelegt. Die Membran Desal-5DK (GE-Osmonics) wird 

in einer Größenordnung von 9 m² (113 Membrankissen) eingesetzt. Für die Versuche werden 

zwischen 450 und 550 L an MP vorgelegt. Der Betriebsdruck von 73 (± 3) bar wird mittels 

Vordruckpumpe bzw. Hochdruckpumpe realisiert. Die Umwälzmenge wird über ein Regelventil 

auf 1000 - 1200 L/h konstant gehalten. Das Konzentrat/Retentat wird in den Vorlagebehälter 

zurückgeleitet und das Permeat abgeführt. Die Konzentrierung wird hierbei mittels Refraktometer 

verfolgt. Die gemessenen Werte werden später mit dem Trockensubstanzgehalt (TS) der Proben 

korreliert. Details hierzu sind Tabelle 9-17 im Anhang zu entnehmen. 

Die Demineralisierung, das heißt die Abtrennung der anorganischen Inhaltstoffe des MPK durch 

die Konzentrierung, wird gemäß folgender Gleichung bestimmt: 

c i, Konzentrat 

⁄ 

TS 

Demineralisierung [%] = 1 - ( 

Konzentrat 

c 

) ∙ 100 % (7) 

i, Feed 

⁄ TSFeed 

mit 

ci 

Konzentration der Komponente i im Konzentrat bzw. Permeat [g/L] 

TS Trockensubstanzgehalt des Konzentrats bzw. Feeds [%] 

4.3.2 Ultrafiltration (UF) zur Enzymwiedergewinnung 

Die Versuche zur Enzymwiedergewinnung werden in einer Laborfiltrationsanlage (Sartocon ® 

Slice 200 Kassette, Sarorius stedim biotech) unter Einsatz einer 10 kDa UF-Membran (0,02 m²; 

Polyethersulfon) durchgeführt. Die Membran wird vor dem Einsatz zunächst mit mindestens 2 L 

VE-Wasser gespült und der Wasserwert zur Überprüfung der Integrität aufgenommen. Die 

Aufprägung des transmembranen Drucks (TMP) ist über ein konzentratseitiges Ventil möglich. 

Die Überströmung der Membran wird über den Pumpenvolumenstrom festgelegt. Die 

Bestimmung der Leistung erfolgt wie zuvor gravimetrisch. Die Dichte des MP beträgt 1,0615 g/mL 

[197]. 

Für die Reinigung werden 300 mL einer Reinigungsenzymlösung (10 g/L Tergazyme TM ) bei 

geschlossenem Permeatventil 60 min im Kreislauf sowie 10 min bei geöffnetem Ventil gepumpt 

(200 mL/h). Die Lagerung der Membran erfolgt in 0,1 M NaOH bei 6 °C. 

Bei den Versuchen zum Recycle-Batch-Verfahren in Kapitel 5.4.2 wird die Reaktion durch 

Zugabe des Enzyms im Reaktor initiiert. Die Lösung wird für 45 min bei geschlossenem 

Permeatventil über die Membran umgewälzt. Anschließend wird das Permeatventil geöffnet und 

die Filtration gestartet. Beim kontinuierlichen Verfahren wird die Filtration nach einer Vorlaufzeit 

von 45 min gestartet. Hierbei ist der luftdicht verschlossene Reaktor über eine zusätzliche Leitung 

an einen MP-Vorlagebehälter angeschlossen. Somit wird dasjenige Volumen, das das System 

über das Permeat der Trenneinheit verlässt, aus dem Vorlagebehälter nachgezogen. Die 

29


Aufnahme der Messwerte erfolgt, nachdem das Reaktionsvolumen einmal ausgetauscht wurde 

und sich ein stationärer Zustand eingestellt hat. 

Die Ultrafiltration wird im Technikumsmaßstab in einem Plattenmodul mit 185 Filtertaschen einer 

10 kDa Membran (UP010; Microdyn-Nadir) durchgeführt. Die Gesamtfilterfläche beträgt 20 m². 

Eine schematische Abbildung des Plattenmoduls sowie der Filtertaschen ist in Abbildung 9-5 im 

Anhang zu finden. Vor jeder Filtration wird der Wasserwert der Membran aufgenommen. Das 

Medium wird in einem Vorlagetank bereitgestellt und über eine Kreiselpumpe umgewälzt. Der 

Volumenstrom wird an fest installierten Durchflussmessern abgelesen. Der Druck wird mittels 

eines konzentratseitigen Ventils aufgebaut. Für die Versuche wird das Medium jeweils über den 

Vorlagetank im Kreis geführt, während Permeat abgezogen wird. 

4.4 Versuche zur Adsorption 

Für die Aufreinigung der GOS mittels Adsorption an Aktivkohle werden zunächst Untersuchungen 

im Batch durchgeführt. Anschließend erfolgen Säulenexperimente. Der Tabelle 9-19 im Anhang 

sind die technischen Daten der eingesetzten Aktivkohlen zu entnehmen. 

4.4.1 Adsorption im Batch-Versuch 

Das Aktivkohlescreening erfolgt in Schüttelversuchen im Brutschrank (80 rpm; 25 °C). Hierzu 

werden jeweils 1,5 g Aktivkohle vorgelegt und mit 20 mL GOS-haltigem MPK oder Lactoselösung 

(McIlvaine Puffer, pH 4,5) versetzt. Nach Einstellung des Gleichgewichts werden Proben durch 

einen 0,2 µm Spritzenfilter geklärt und per HPLC gemessen. Die Beladung wird jeweils wie folgt 

berechnet: 

Beladung [ g g ] = (c i, t 0 

- c i, t1 ) ∙ V Reaktion 

m Aktivkohle 

(8) 

mit 

ci 

m 

V 

Konzentration der Komponente i zu Beginn (t0) und nach Einstellung des 

Gleichgewichts (t1) [g/L] 

Masse an Aktivkohle [g] 

Volumen der Reaktionslösung [L] 

Die Isothermengleichung der Adsorption von GOS an die Aktivkohle TC303 wird analog im Batch- 

Versuch aufgenommen. Als Ausgangssubstanz dient eine 90 Gew.-%ige GOS-Lösung aus MPK, 

die vorangegangenen Ad-/Desorptionsversuchen im Säulensystem entstammt. Proben 

unterschiedlicher Versuche werden gesammelt und im Rotationsverdampfer bei 50 - 120 mbar in 

einem auf 40 °C temperierten Wasserbad bis auf 28,68 g/L GOS eingeengt. Von dieser Probe 

wird dann eine Verdünnungsreihe angesetzt. Je 10 mL der entsprechenden Lösung werden mit 

30


0,75 g der Aktivkohle TC303 bei 27 °C und 50 rpm für 24 h inkubiert. Der Überstand wird 

anschließend mittels HPLC vermessen. Die Kalkulation der Beladung erfolgt gemäß obiger 

Gleichung. Auf Basis dieser Daten und den Gleichgewichtskonzentrationen können die 

Parameter der Freundlich-Isotherme, wie in Abbildung 9-11 im Anhang dargestellt, über eine 

Linearisierung ermittelt werden. 

4.4.2 Säulenversuche 

Die Versuche werden in 10 mL Kunststoffsäulen durchgeführt. In Abbildung 9-6 im Anhang ist 

eine schematische Abbildung des Versuchsaufbaus und der Bemaßungen abgebildet. Die 

Vorlage- sowie Auffangbehälter sind über Gummistopfen abgedichtet und mit Kanülen versehen, 

um ein Verdampfen der Lösungen (EtOH) zu verhindern. Eine definierte Menge an Aktivkohle 

(1,5 g) wird portioniert und mit kochendem Wasser versetzt, um die Kohle zu hydratisieren und 

feine Partikel auszuschwemmen. Die nasse Kohle wird anschließend blasenfrei in die Säule 

eingefüllt. Der Verlust an Aktivkohlemasse durch die Waschung beträgt < 5 %. Die Beladung 

erfolgt mit einem definierten Volumen an GOS-haltigem MPK in aufwärtsgerichteter Richtung 

über eine Schlauchquetschpumpe. Der Volumenstrom wird jeweils für das gesamte System 

kalibriert und eingestellt. Nach der Beladung wird die Säule mit VE Wasser gespült, um nicht 

adsorbierte Substanzen auszutragen. In Vorversuchen wurde in diesem Zusammenhang 

ausgeschlossen, dass eine Elution gebundener Saccharide durch Wasser erfolgt. Letztlich wird 

die Desorption mittels eines EtOH/Wasser-Gemisches (5- 100 Vol.-%) realisiert. Vor der 

Wiederverwendung der Aktivkohle für den nächsten Adsorptionszyklus wird diese abermals mit 

VE Wasser gespült. Die Bestimmung der Zucker wird mittels HPLC durchgeführt. Für die Analyse 

werden zur Erstellung der Massenbilanz jeweils eine Probe der aufgefangenen Gesamtfraktion 

nach dem Waschschritt (abgereicherte Feedlösung plus VE Wasser aus dem Spülvorgang) und 

eine Probe der Fraktion nach der Desorption (ethanolhaltige Fraktion) analysiert. Über die 

Differenz der ein- und austretenden Massen der Komponente i wird die adsorbierte Masse dieser 

Komponente berechnet. Die Beladung der Aktivkohle sowie die Wiederfindung der zuvor 

adsorbierten Substanzen werden hiernach wie folgt kalkuliert: 

m i, adsorbiert = m i, ein - m i, aus 

(9) 

mit 

mi 

Masse der Komponente i in der eingehenden bzw. ausgehenden Sorptivlösung 

sowie die auf der Kohle adsorbierte Masse der Komponente i [g] 

31


Beladung [ g g ] = m i, adsorbiert 

m Aktivkohle 

∙ 100 % (10) 

mit 

mi 

m 

adsorbierte Masse der Komponente i [g] 

Masse an Aktivkohle [g] 

Wiederfindung [%]= m i, desorbiert 

m i, adsorbiert 

∙ 100 % (11) 

mit 

mi 

adsorbierte Masse bzw. Masse der Komponente i in der Desorptionsfraktion [g] 

Die Reinheit der GOS wird jeweils über den Massenanteil der Oligosaccharide bezogen auf die 

Gesamtsaccharidfraktion wie folgt berechnet: 

GOS-Reinheit [Gew.-%] = 

m GOS 

m GOS + m Lactose + m Glucose + m Galactose 

∙ 100 % (12) 

Die mit dem Feed aufgegebene Menge der Komponente i teilt sich durch die Adsorption in einen 

auf der Aktivkohle adsorbierten und einen mit der abgereicherten Feedlösung ausgetragenen 

Anteil auf. Die Abreicherung entspricht der prozentualen Verringerung der Masse einer 

Komponente i in der Feedlösung durch die Adsorption. 

Abreicherung [%]= m i, ein - m i, aus 

m i, ein 

∙ 100 % (13) 

mi 

Masse der Komponente i in der eingehenden bzw. ausgehenden Sorptivlösung 

[g] 

4.5 Kostenabschätzung 

Die Investitionskosten des Verfahrens zur Herstellung von GOS aus Molke werden über 

Zuschlagsfaktoren aus den Hauptpositionen bestimmt [198]. Hierbei werden die benötigten 

Apparate und Maschinen identifiziert und kalkuliert. Die Kosten für die anderen Positionen 

(Rohrleitungen, Montage, Gebäude, Planungsarbeiten etc.) werden dann über die Multiplikation 

der Kosten für die Hauptpositionen mit einem Zuschlagsfaktor berechnet. 

Die Herstellkosten eines GOS-Produktes aus Molke werden nach dem Schema von Baerns et al. 

(2006) ermittelt [198]. Hiernach setzen sich diese aus den nachfolgend gelisteten Kosten 

zusammen: 

32


 

 

 

 

 

(Verbrauchs-) Material: Rohstoffe und Hilfsstoffe (Katalysator, Lösungsmittel etc.) 

Energien (Betriebskosten): elektrischer Strom, Dampf, Gas, Wasser, Kühlsole, Druckluft 

Personal- und personalabhängige Kosten: Löhne und Gehälter, Zuschläge 

(Sozialversicherung, Schichtzulagen etc.) 

Kapitalkosten und kapitalabhängige Kosten: Abschreibung des Anlagenkapitals, Zinsen 

auf das Anlagenkapital und Umlaufkapital 

Verschiedene Kosten: Analysen, Verpackung, Versand, Abwasser- und Abluftreinigung 

33

5 Ergebnisse und Diskussion 


Im Folgenden werden die Ergebnisse der Arbeit vorgestellt und diskutiert. Hierbei orientiert sich 

die Struktur der Arbeit an dem in Abbildung 3-1 vorgestellten Verfahrenskonzept. Zunächst wird 

die Konzentrierung von Sauermolkenpermeat als Vorbehandlungsschritt thematisiert (Kapitel 

5.1). Anschließend wird das gewählte Enzym charakterisiert und die GOS-Synthese untersucht 

(Kapitel 5.2). Eine thematische Zusammenführung der beiden vorangegangenen Kapitel erfolgt 

in Kapitel 5.3. Hier wird analysiert, wie sich eine simultane Konzentrierung der Reaktionslösung 

im Verlauf der Synthesereaktion auf die GOS-Bildung auswirkt. In Kapitel 5.4 werden die 

Enzymwiedergewinnung und die Möglichkeit einer kontinuierlichen GOS-Synthese betrachtet. 

Weiterführend wird die Aufreinigung des GOS-haltigen MPK diskutiert (Kapitel 5.5). 

5.1 Vorbehandlung der Molke 

Die Ausbeute an GOS steigt mit zunehmender Konzentration der Lactose in der Ausgangslösung 

an (Kapitel 2.3.2). Für eine Optimierung der GOS-Synthese aus Molke, bietet die 

Membrantechnik, genauer die Nanofiltration, als Vorbehandlungsschritt eine Möglichkeit zur 

Konzentrierung des Sauermolkenpermeats (MP). Derzeit existiert kein einheitliches Model zur 

Beschreibung aller Transportvorgänge in Nanofiltrationsprozessen, das eine Verknüpfung der 

Rückhaltecharakteristik mit den Membranparametern, wie z. B. Porosität, Porengröße und 

Ladungsdichte, erlaubt. Die Beschreibung der der Rückhaltecharakteristik zugrundeliegenden 

Mechanismen muss somit je nach Anwendungsfall erfolgen. Die differenzierteste Beschreibung 

der Transportvorgänge erfolgt dabei durch die erweiterte Nernst-Planck-Gleichung [199]. 

j i 

= j v 

∙ c i - D i ∙ dc i 

dx - F ∙ z i ∙ c i D i 

R ∙ T 

∙ dΨ 

dx 

(14) 

mit 

ji 

jv 

ci 

Di 

x 

F 

zi 

R 

T 

Ψ 

Fluss der Komponente i [mol/(m²·s)] 

volumetrischer Fluss der Komponente i [m/s] 

Konzentration der Komponente i in der Membran [mol/m³] 

Diffusionskoeffizient [m²/s] 

Koordinate (normal zur Membran) [m] 

Farraday-Konstante [C/mol] 

Ionenvalenz 

Gaskonstante [J/(mol·K)] 

Temperatur [K] 

elektrisches Potenzial in axialer Richtung [V] 

Die Gleichung umfasst drei Terme, die den Stofftransport als Summe aus der Konvektion, der 

Diffusion und der Wanderung geladener Teilchen im elektrischen Feld beschreiben. Der letzte 

Term bezieht sich dabei auf das elektrische Feld, das durch ein Ladungsungleichgewicht von 

34


Ionen auf beiden Seiten der Membran hervorgerufen wird. Mobile elektrisch geladene Moleküle 

werden durch die Reibungskräfte des transmembranen Flusses ins Permeat getrieben. Diese 

Ladungstrennung wirkt dann der weiteren Wanderung der Ionen entgegen. Das elektrische 

Potenzial wird einerseits durch das Donnan- andererseits durch das Membranpotenzial bestimmt. 

Das Donnan-Potenzial bedingt dabei die selektive Permeation von Ionen und verringert den 

Verteilungskoeffizienten, während das Membranpotenzial den Ionentransport in der Membran 

verzögert. Für ungeladene Teilchen entfällt dieser Term. Ihr Transport erfolgt konvektiv und 

diffusiv [199]. 

In Kapitel 5.1 werden zunächst Membranen hinsichtlich ihrer Eignung zur selektiven 

Konzentrierung von Lactose in MP getestet. Anschließend erfolgt der Einsatz der gewählten 

Membran in einem Plattenmodul im Technikumsmaßstab. Die Filtration von Molke wird in der 

bisher bekannten Literatur im Druckbereich von 20 - 30 bar bis zum Erreichen von 

Trockensubstanzgehalten (TS) von 17 - 25 % durchgeführt (Tabelle 9-1 im Anhang). Zudem 

existiert ein Patent zur Übersättigung von Lactose in Molke mittels Membrantechnik bei einem 

Druck von 60 bar. Die erzielte Lactosekonzentration liegt dort bei 295 g/L [65]. Ziel der 

nachfolgenden Untersuchungen ist, ausgehend von MP mit einem durchschnittlichen TS von 

16 - 17 % (Tabelle 9-8 und Tabelle 9-9 im Anhang), eine Konzentrierung auf mindestens 30 % 

zu erreichen. Untersuchungen zur Rückhaltecharakteristik für höhere Konzentrierungsstufen, 

insbesondere beim Betrieb der NF im Hochdruckbereich, fehlen derzeit in der Literatur. 

5.1.1 Membranscreening 

Die Konzentrierung zielt vorrangig auf eine Konzentrationssteigerung der Lactose im Medium ab. 

Hierzu müssen Membranen gewählt werden, die einen MWCO von mindestens 200 - 300 Da 

aufweisen. Sowohl Nanofiltration (NF) als auch Umkehrosmose (RO) Technik kommen dafür in 

Frage. NF bietet gegenüber RO den Vorteil einer möglichen Demineralisierung und Entsäuerung 

des Konzentrats. Niedermolekulare Substanzen wie Salze und Milchsäure können abgetrennt 

werden. Der Anteil an Verunreinigungen im Endprodukt wird reduziert. Zudem ist die zu 

erwartende maximal mögliche Konzentrierung des Zielproduktes Lactose bei der NF höher, da 

die Ausschleusung von Salzen und Milchsäure über das Permeat, den relativen Anstieg des 

osmotischen Drucks im Konzentrat reduziert. Entsprechend werden unterschiedliche NF- 

Membranen hinsichtlich ihrer Eignung zur selektiven Konzentrierung von Lactose in MP getestet. 

Nachfolgend sind die Ergebnisse der Versuche in Membranrührzellen (Dead-End Betrieb) in 

Form der Rückhalte dargestellt (Tabelle 5-1). Die getesteten Membranen können anhand der 

Rückhalte sortiert werden: NP030P < Desal-5DK < XN-45 < TS-40 < TS-80. Der MWCO 

(molecular weight cut-off) einer Membran steigt hierbei in Analogie zur Porengröße. Die NP030P 

repräsentiert eine offene NF-Membran, die sich durch einen vergleichsweise geringen Rückhalt 

der Lactose auszeichnet. Demgegenüber bildet die TS-80 eine sehr dichte NF-Membran ab, die 

sich hinsichtlich ihrer Rückhaltecharakteristik annähernd wie eine RO verhält. Die Desal-5DK, 

35


XN-45 und TS-40 zeigen in Bezug auf die Trennung der Komponenten ein recht ähnliches 

Verhalten und lassen sich zwischen der NP030P und der TS-80 einordnen. 

Tabelle 5-1: Rückhaltecharakteristik [%] unterschiedlicher Membranen bei der Konzentrierung von MP 

(Konzentrierung in Rührzellen bei 40 bar TMP; 750 rpm; Vorlage 100 mL; maximale Volumenreduktion um 

den Faktor 2) 

NP030P Desal-5DK XN-45 TS-40 TS-80 

55,8 96,6 98,7 99,3 99,6 

Lactose 

(± 2,4) (± 0,5) (± 0,6) (± 0,3) (± 0,2) 

Milchsäure 

19,1 63,8 60,9 68,8 85,9 

(± 1,1) (± 4,2) (± 3,7) (± 0,1) (± 0,1) 

PO4 3- 51,8 91,7 - - 99,4 

Ca 2+ 49,1 97,1 - - 99,3 

Mg 2+ 47,6 97,6 - - 99,3 

Cl - 22,6 53,3 - - 75,1 

K + 7,4 58,4 - - 91,6 

Na + 6,9 52,9 - - 93,2 

Die Rückhaltetendenz der einzelnen Ionen entspricht den Angaben aus der Literatur [66]. 

Monovalente Ionen (K + , Na + , Cl - ) permeieren gegenüber den divalenten (Mg 2+ , Ca 2+ ) bevorzugt. 

Mit der Dichte der Membran nimmt ihr Rückhalt von der NP030P bis hin zur TS-80 zu. Der 

Rückhalt der Ionen wird einerseits durch ihre Größe andererseits durch elektrostatische Effekte 

bestimmt. Die Zusammenhänge werden in Kapitel 5.1.2 näher erläutert. 

Für die weiteren Versuche wird die NP030P ausgeschlossen, da der Verlust des Zielproduktes 

Lactose über das Permeat zu hoch ist. Auch die TS-80 wird nicht weiter in Betracht gezogen, da 

diese Membran keine selektive Konzentrierung erlaubt. Die drei anderen Membranen zeichnen 

sich durch einen hohen Lactoserückhalt aus, bieten aber gleichzeitig die Möglichkeit zur 

Demineralisierung der Molke. Milchsäure könnte neben der Lactose einen Wertstoff darstellen, 

der industriell zur Herstellung von Polymilchsäure (PLA), einem Biokunststoff, genutzt wird. Von 

Vorteil ist eine hohe Ausschleusung über das Permeat und damit eine Abtrennung von den 

restlichen Komponenten der Molke. Für weitere Versuche wird die Membran Desal-5DK genutzt, 

da sich diese in der praktischen Anwendung als besonders druckbeständig und somit geeignet 

für den Hochdruckbereich zeigt. 

5.1.2 Nanofiltration von Molke 

Die Konzentrierung von MP wird im Folgenden im Technikumsmaßstab durchgeführt. Eine 

schematische Abbildung der NF-Filtrationsanlage ist Abbildung 9-4 im Anhang zu entnehmen. 

Die Feedlösung wird hiernach aus dem Vorlagebehälter über die Vordruck- bzw. 

36

Permeatleistng [L/(m²·h)] 


Hochdruckpumpe über das Membranmodul geleitet. Das Konzentrat wird in den Behälter 

zurückgeführt, während das filtrierte Volumen das System über das Permeat verlässt. Die 

gewählte NF-Membran Desal-5DK wird hierbei im Plattenmodul eingesetzt. Um eine maximale 

Konzentrierung bei möglichst hohem Permeatfluss zu erreichen, wird zunächst die Leistung in 

Abhängigkeit vom Druck bei der Filtration von MP aufgenommen. Der effektive Druck, der die 

Lösung durch die Membran bringt, entspricht dabei der Differenz zwischen dem Betriebsdruck 

und dem osmotischen Druck zwischen der feedseitigen Konzentrationspolarisationsschicht an 

der Membran und der permeatseitigen Lösung [199]. Abbildung 5-1 zeigt einen annähernd 

linearen Zusammenhang zwischen dem aufgebrachten Druck und der Membranleistung im 

Bereich von 20 - 60 bar unter Einsatz von MP. Bei weiterer Erhöhung kann keine 

Leistungszunahme verzeichnet werden. Dieser Bereich der Leistungskurve kennzeichnet den 

stoffübergangskontrollierten Bereich. 

25 

20 

15 

10 

5 

0 

0 20 40 60 80 100 

Druck [bar] 

Abbildung 5-1: Druckabhängige Permeatleistung der NF beim Einsatz von MP (Plattenmodul; 

Membranfläche 9 m²; Membran Desal-5DK; Umwälzung 1200 L/h) 

Basierend auf den Ergebnissen aus Abbildung 5-1 wird für die Konzentrierung von MP ein 

Druckniveau von 70 - 75 bar für weitere Versuche gewählt, da höhere Drücke keine 

Leistungssteigerung bewirken. 

Abbildung 5-2 zeigt die Permeatleistung sowie die durch den Leistungseintrag bedingte Erhöhung 

der Temperatur des Konzentrats/Feeds im Verlauf der Filtration für drei Konzentrierungsversuche 

(V1- V3). Übereinstimmend zeigt sich ein linearer Zusammenhang zwischen Permeatfluss und 

dem Trockensubstanzgehalt (TS) im Konzentrat. Ausgehend von 20 L/(m²·h) Leistung bei einem 

37

Permeatleistung [L/(m²·h)] 

Temperatur [°C] 


TS-Wert von 19 %, fällt diese mit der Konzentrierung auf 0 L/(m²·h) ab. Der TS-Gehalt steigt auf 

Werte von bis zu 40 %. 

Der Leistungsabfall ist auf die Bildung einer Konzentrationspolarisationsschicht an der 

Grenzschicht zur Membranoberfläche, das hieraus resultierende Fouling (oder Scaling im Falle 

anorganischer Stoffe [170]), den Anstieg des osmotischen Drucks und die zunehmende Viskosität 

des Retentats zurückzuführen [67, 200, 201]. Bedingt durch die Selektivität der Membran, kommt 

es zu einer lokalen Konzentrationserhöhung von nicht permeierenden Komponenten in der 

Grenzschicht zur Membranoberfläche, deren Rücktransport in die feedseitige Kernströmung nur 

diffusiv erfolgen kann. Diese Konzentrationspolarisation führt einerseits zu einer Verringerung der 

Membranleistung, andererseits erhöht sie die Triebkraft für die Diffusion der zurückgehaltenen 

Komponenten, woraus wiederum eine Verringerung der Selektivität folgt [170]. 

25 

V1 - Leistung V2 - Leistung V3 - Leistung 

V1 - Temperatur V2 - Temperatur V3 - Temperatur 

40 

20 

35 

30 

15 

25 

20 

10 

5 

15 

10 

5 

0 

0 

15 20 25 30 35 40 45 

TS Konzentrat [%] 

Abbildung 5-2: Permeatleistung (Primärachse) und Temperaturanstieg (Sekundärachse) des 

Feeds/Konzentrats im Verlauf der Konzentrierung von MP mittels NF in drei Versuchsdurchläufen V1, V2 

und V3 (Plattenmodul; Membranfläche 9 m²; Membran Desal-5DK; TMP 70 bar; Umwälzung 1200 L/h) 

Das aus der Konzentrationspolarisation resultierende Fouling führt ebenfalls zum Leistungsabfall. 

Vor allem Calcium und Phosphat gelten bei der Konzentrierung von Sauermolke als Auslöser. 

Dies ist auf den hohen Anteil von unlöslichem/kolloidalem Calciumphosphat zurückzuführen. 

Lactose, Peptide, Aminosäuren und Fette spielen nur eine untergeordnete Rolle [202, 203]. Die 

in der Molke enthaltenen Salze bestimmen den osmotischen Druck des Konzentrats bzw. 

Permeats und damit den nötigen aufzubringenden Druck für die Filtration zur Überwindung 

38


desselben [204]. Durch die Nanofiltration wird nahezu eine Verdopplung der Salzkonzentration 

vom MP zum MPK erreicht, während der aufgebrachte Feeddruck konstant gehalten wird. 

Folglich sinkt der Permeatfluss im Verlauf der Filtration. Die Erhöhung des 

Trockensubstanzanteils geht im Verlauf der Filtration mit einer Zunahme der Viskosität einher. 

Adhikari et al. (2007) [205] messen die Viskosität von Lactoselösung, die ein Hauptbestandteil 

von MP ist, in Abhängigkeit von der Konzentration. Mit der Zunahme von 100 auf 400 Gew.-% 

steigt die Viskosität der Lösung von 1,01 ± 0,01 auf 1,81 ± 0,05 mPas (25 °C) an. Hiermit einher 

geht die Zunahme des Strömungswiderstands. Folgende Korrelationen zwischen dem 

Druckverlust Δp und der Viskosität η sind allgemein gültig [170]: 

∆p ~ η laminarer Bereich 

∆p = η 1⁄ 4 turbulenter Bereich 

(15) 

Weiterhin besteht gemäß der Stokes-Einstein-Beziehung folgender Zusammenhang zwischen 

der Viskosität und dem Diffusionskoeffizienten: 

η ∙ D = konstant (16) 

Somit sinkt der Stoffaustausch mit steigender Viskosität. 

Die Temperatur steigt durch den Energieeintrag der Pumpe und die Umwälzung einheitlich von 

unter 10 °C auf Werte von 30 bis 35 °C an (Abbildung 5-2). Eine höhere Temperatur reduziert die 

Viskosität des Mediums (Arrhenius-Anrade Beziehung) und erhöht den Diffusionskoeffizienten 

der Moleküle. Hierdurch steigt die Leistung von Membranprozessen im Allgemeinen an [200]. 

Amar et al. (2009) [206] zeigen zudem, dass sich der effektive Porenradius der Membran Desal- 

5DK mit steigender Temperatur vergrößert. 

Für die Bewertung des Filtrationsprozesses ist neben der Permeatleistung der Rückhalt der 

einzelnen Komponenten entscheidend. In Abbildung 5-3 sind diese für Lactose und Milchsäure 

gegen den TS-Wert des Konzentrats aufgetragen. Die Membran Desal-5DK besitzt einen 

durchschnittlichen Porenradius von 0,566 ± 0,096 nm [207] und laut Herstellerangaben einen 

MWCO von 150 – 300 Da. Entsprechend wird der Zucker aus sterischen Gründen in hohem Maße 

zurückgehalten (anfangs zu 96,9 ± 2,37 %). Mit steigendem TS-Wert gegen Versuchsende sinkt 

der Rückhalt leicht bis auf 94,8 ± 5,95 % ab. Diese Tendenz deckt sich mit Werten aus der 

Literatur [208]. Der Rückhalt für Milchsäure zeigt demgegenüber eine deutlichere Abhängigkeit 

vom Trockensubstanzgehalt des Konzentrats. Ausgehend von 79,1 ± 0,92 % reduziert sich dieser 

auf 34,9 ± 17,9 %. Die Milchsäure besitzt ein Molekulargewicht von 90,08 g/mol [209] (Stokes 

Radius von Lactat = 0,23 nm [210]) und kann die Membran entsprechend passieren. Dabei 

müsste der Rückhalt, sofern dieser lediglich auf Diffusions- und Konvektionseffekten beruhen 

würde, geringere Werte erreichen als in Abbildung 5-3 dargestellt. Anders als bei Lactose sind 

hier jedoch nicht nur sterische Effekte zu berücksichtigen. Der pKa-Wert der Säure besitzt bei 

25 °C einen Wert von 3,86 (3,67 bei 40 °C). Entsprechend liegt die Milchsäure somit in einem 

weiten pH-Bereich partiell dissoziiert vor [211]. Über die Henderson-Hasselbach Gleichung lässt 

39

Rückhalt [%] 


sich der Anteil an undissoziierter Milchsäure (cundissoziiert) bezogen auf die Gesamtkonzentration 

der Milchsäure (cgesamt) wie folgt berechnen [212]: 

c undissoziiert 

c gesamt 

= 1 - 

pH - 3,86 

10 

(17) 

pH - 3,86 

1 + 10 

Der pH-Wert des MP/MPK liegt zwischen 4,3 und 4,8. Somit liegen lediglich rund 10 bis 27 % der 

Milchsäure im undissoziierten Zustand vor (25 °C). Während der Transport der ungeladenen 

Milchsäure über Konvektion und Diffusion erfolgt, spielen im Falle des dissoziierten Lactats 

elektrostatische Effekte eine zusätzliche Rolle [212]. 

Lactose 

Milchsäure 

100 

80 

60 

40 

20 

0 

15 20 25 30 35 40 


Abbildung 5-3: Rückhalte von Lactose und Milchsäure im Verlauf der Konzentrierung von MP mittels NF 

(Plattenmodul; Membranfläche 9 m²; Membran Desal-5DK; TMP 70 bar; Umwälzung 1200 L/h) 

Die Membran Desal-5DK ist durch einen isoelektrischen Punkt bei pH 4 charakterisiert. Bei 

geringeren pH-Werten weist sie eine positive, bei höheren eine negative Oberflächenladung auf 

[213]. Da das eingesetzte MP/MPK einen pH-Wert von 4,3 - 4,8 besitzt, ist eine leicht negative 

Oberflächenladung der Desal-5DK anzunehmen. Elektrostatische Einflüsse zwischen den Lactat- 

Anionen und den statischen Oberflächenionen der Membran dominieren den Rückhalt bei 

geringen Konzentrationen. Mit der Konzentrierung nehmen diese Wechselwirkungen ab, wodurch 

die Permeation der Ionen steigt [210]. Zusätzlich spielen auch die anderen Komponenten 

insbesondere die Salze im MP/MPK eine Rolle. Für geladene organische Moleküle wird ein 

sinkender Rückhalt mit steigender Salzkonzentration im Feed beobachtet [60, 214]. Über die 

beiden genannten Mechanismen (Größenausschluss und elektrostatische Wechselwirkungen) 

40

Rückhalt [%] 


hinaus, bewerten Freger et al. (2000) [214] einen weiteren Faktor als bedeutsam. Carbonsäuren 

neigen in Lösung zur Assoziation. Eine Adsorption undissoziierter Milchsäure über polare 

Wechselwirkungen und Wasserstoffbrückenbindungen mit den funktionellen Gruppen der 

Membranoberfläche ist somit wahrscheinlich. Hierdurch erhöht sich die lokale Konzentration der 

Säure an der Membranoberfläche, und die Diffusion derselben über die Membran wird gefördert. 

Über den zunehmenden aussalzenden Effekt bei steigender Salzkonzentration wird die 

Wechselwirkung zwischen Milchsäure und Membranoberfläche noch begünstigt [214]. Abbildung 

5-4 zeigt im Folgenden die Rückhalte der Ionen. Hierbei muss beachtet werden, dass die 

Berechnung der Rückhalte auf Basis der temporären Permeatzusammensetzung beim Erreichen 

des jeweiligen TS-Gehalts im Konzentrat erfolgt. Demgegenüber entsprechen die Werte in 

Tabelle 5-1 dem mittleren Rückhalt des Konzentrierungsversuchs, da hier eine Analyse der 

gesamten Permeatfraktion erfolgt. Somit ist ein Vergleich der Rückhaltewerte nur bedingt 

möglich. 

Calcium Magnesium Phosphat 

Chlorid Kalium Natrium 

110 

90 

70 

50 

30 

10 

-10 

-30 

-50 

-70 

-90 

-110 

25 27 29 31 33 35 37 39 


Abbildung 5-4: Ionenrückhalte im Verlauf der Konzentrierung von MP mittels NF (Plattenmodul; 

Membranfläche 9 m²; Membran Desal-5DK; TMP 70 bar; Umwälzung 1200 L/h) 

Die Transportmechanismen der Ionen durch die NF-Membran umfassen konvektive, diffusive 

sowie elektrostatische Einflüsse. Hierbei spielt zunächst die Größe der Ionen eine Rolle. Aus 

Abbildung 5-4 ist ersichtlich, dass die zweiwertigen Kationen Ca 2+ und Mg 2+ gegenüber den 

einwertigen Na + und K + höhere Rückhaltewerte aufweisen, obgleich ihre Ionenradien kleiner sind 

(Tabelle 5-2). Grund hierfür ist die Hydratation der Ionen in wässriger Lösung. Polare 

Wassermoleküle assoziieren um die Ionen, sodass diese insgesamt eher eine gelartige Struktur 

als feste molekulare Radii aufweisen (Abbildung 5-5) [215]. Die Größe und Stabilität der 

41


Hydrathülle werden durch die Eigenschaften des Ions und die äußeren Einflüsse, wie die 

Gesamtionenstärke des Mediums, den pH-Wert und die Temperatur, bestimmt [216]. 

Abbildung 5-5: Schematische Abbildung der primären und sekundären Schalen der Hydrathüllen um 

große und kleine Ionen [215] 

Tabelle 5-2 zeigt einen Vergleich der Radien der Kationen aus der Molke mit und ohne 

Hydrathülle. Hiernach binden die zweiwertigen Ionen größere Wassercluster als die einwertigen. 

Die Stärke der Bindung ist dabei bei den kleinen Ionen wie Mg 2+ ausgeprägter (Abbildung 5-5) 

[216]. Anhand der hydratisierten Ionenradien kann die Selektivität der Membran Desal-5DK für 

die Kationen in der Molke erklärt werden. 

Tabelle 5-2: Ionenradien und hydratisierte Radien der Kationen in MP/MPK (Mittelwerte der im Review von 

Tansel (2012) [216] gelisteten Literaturdaten) 

Radius [nm] Mg 2+ Ca 2+ Na + K + 

Ionenradius 0,065 0,109 0,107 0,143 

Hydratisierter Radius 0,407 0,416 0,302 0,260 

Neben den sterischen Einflüssen spielen die elektrostatischen Wechselwirkungen bei der 

Nanofiltration von Multikomponentensystemen eine Rolle. Der Donnan-Effekt berücksichtigt die 

Wechselwirkungen zwischen den statischen Oberflächenladungen der Membran und den Ionen 

in der Lösung. Die Membran Desal-5DK zeichnet sich durch eine negative Oberflächenladung im 

pH-Bereich des MP/MPK aus. Hierdurch wird die Permeation von Kationen begünstigt. Die 

monovalenten, positiv geladenen Ionen treten dabei aus sterischen Gründen gegenüber den 

Divalenten bevorzugt durch die Membran. Die Bedingungen für die Elektroneutralität in der 

42


Lösung und in der Membran müssen dabei gewährleistet werden. Diese werden durch folgende 

Zusammenhänge ausgedrückt [217]: 

n 

n 

∑i=1 z i c i, Lösung = 0 und ∑i=1 z i c i, Membran = - X 

(18) 

mit 

zi 

ci 

X 

Ionenvalenz des Ions i 

Konzentration des Ions i in der Lösung bzw. in der Membran [mol/m³] 

effektive volumetrische Membranladungsdichte [mol/m³] 

Um die Elektroneutralität zu gewährleisten, permeiert Cl - trotz seiner negativen Ladung über die 

Membran, während Phosphat aufgrund seiner Größe im Konzentrat zurückgehalten wird [66]. 

Insgesamt sinken die Rückhalte aller Ionen mit der Konzentrierung des MP. Dies deckt sich mit 

den Ergebnissen aus der Literatur [62, 66, 67]. Mit steigender Salzkonzentration wird die 

Oberflächenladung der Membran durch Ionen aus der Lösung zunehmend abgeschirmt. 

Hierdurch wird die Permeation der Ionen mit voranschreitender Konzentrierung begünstigt [60, 

218]. In den letzten Jahren wird in der Literatur neben der Theorie von Donnan ein weiterer 

ladungsinduzierter Effekt im Zusammenhang mit der NF diskutiert, der hier der Vollständigkeit 

halber genannt werden soll. Ein dielektrischer Ausschluss von Ionen ist hiernach durch die 

geringe Porengröße der Membranen wahrscheinlich. Dieser tritt durch die Interaktion von Ionen 

mit polarisierbaren Grenzflächen zwischen zwei Medien auf, wenn diese unterschiedliche 

Dielektrizitätskonstanten besitzen. Die Ionen, die sich in der Phase mit höheren 

Dielektrizitätskonstanten befinden (hier: wässriges Medium), induzieren elektrische Ladungen an 

der Grenzfläche zu der Phase mit der geringeren Dielektrizitätskonstanten (hier: polymere 

Membranmatrix). Diese Ladungen entsprechen dabei dem Vorzeichen ihrer Eigenladung. 

Hieraus resultiert eine Abstoßung und damit ein Ausschluss der Ionen aus den Poren. In 

Mehrkomponentensystemen tritt mit steigender Konzentration eine Abschirmung des 

dielektrischen Effekts durch benachbarte Ionen unterschiedlicher Ladung auf. Umfangreiche 

quantitative Abschätzungen des relativen Einflusses von dielektrischen Effekten und Donnan- 

Potenzial fehlen derzeit in der Literatur [219]. 

Bemerkenswert ist an dieser Stelle der negative Rückhalt von Na + und K + , der in der Literatur zur 

Konzentrierung von Molke mittels NF (Tabelle 9-1) so noch nicht beschrieben wird. Gleichzeitig 

fällt der hohe Rückhalt von Cl - auf. Zum Vergleich: Cuartas-Uribe et al. (2009) [67] konzentrieren 

Süßmolke um den Faktor 2 bei einem TMP von 2 MPa mit einer NF-Membran ähnlichen MWCO. 

Die einwertigen Kationen weisen hierbei einen Rückhalt von etwa 30 % auf. Demgegenüber 

besitzt Cl - einen Rückhalt von -10 %. Die hohen Permeabilitäten von Na + und K + in den 

Experimenten dieser Arbeit (Abbildung 5-4) liegen in der Zusammensetzung des verwendeten 

Molkenpermeats (MP) begründet und sind dem hohen Konzentrierungsfaktor geschuldet. Mit 

rund 18 g/L zeichnet sich das eingesetzte MP bereits durch eine hohe Milchsäurekonzentration 

aus (Tabelle 9-8), die im Verlauf der Konzentrierung bis auf Werte von 31 g/L im MPK ansteigt 

43

Demineralisierung [%] 


(Tabelle 5-3). Im Permeat sind dabei bis zu 9 g/L nachweisbar. Hierbei liegen bis zu 90 % der 

Stoffmenge bei pH 4,8 (25 °C) dissoziiert vor. Das Lactat trägt dabei eine negative Nettoladung. 

Für das Gleichgewicht geladener Komponenten muss das elektrochemische Potenzial für jede 

permeierende Komponente gleich groß sein [170]. Hiermit einher geht damit zum einen die 

verminderte Triebkraft für die Diffusion von Cl - , andererseits permeieren Na + und K + entgegen 

ihres Konzentrationsgradienten, da Ca 2+ aufgrund seiner Größe die Membran nicht passieren 

kann. Neben der Milchsäure spielt auch die hohe Ca 2+ -Konzentration eine Rolle. Im Vergleich zur 

genannten Literatur [67] liegt das Verhältnis von Ca 2+ zu Na + bzw. K + in dieser Arbeit deutlich 

höher. Die Werte im eingesetzten MP liegen bei 7,56 bzw. 1,94, in der von Cuartas-Uribe et al. 

(2009) [67] eingesetzten Süßmolke demgegenüber bei 0,71 bzw. 0,16. 

Gemäß den zuvor dargestellten Rückhalten weisen die einwertigen Kationen im direkten 

Vergleich von MP und MPK insgesamt die höchsten Demineralisierungswerte (52 bzw. 57 %) auf, 

gefolgt von Cl - (33 %) (Abbildung 5-6). In Summe wird jedoch nur 18,83 % der Gesamtasche 

abgetrennt. Die Entsäuerung des MP durch die Ausschleusung von Milchsäure beträgt 29,42 %. 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

-10 

Abbildung 5-6: Demineralisierung des MP durch die Konzentrierung mittels NF (Plattenmodul; 

Membranfläche 9 m²; Membran Desal-5DK; TMP 70 bar; Umwälzung 1200 L/h) 

Barrantes et al. (1997) [201] erzielen bei der Konzentrierung von Sauermolke (TS 6,85 %; 

pH 4,35) um den Faktor 3 eine Ausbeute der im Feed enthaltenen Milchsäure und Asche von 

53,4 % und 56,2 %. Auch andere Autoren (Tabelle 9-1) publizieren deutlich höhere 

Demineralisierungsergebnisse von 30 - 50 %. Die genannten Publikationen beschreiben jeweils 

eine Konzentrierung von nativer Molke, die TS-Werte von 4,5 - 7 % aufweist, bis auf 17 - 25 % 

mittels NF bei einem Druck von zumeist 20 bar. In dieser Arbeit erfolgt ausgehend von 

44


vorkonzentriertem MP eine weitere Konzentrierung auf einen TS-Wert von 40 % bei 70 - 75 bar, 

sodass ein Vergleich der Ergebnisse nur bedingt möglich ist. 

Generell steigt mit zunehmendem Druck der Salzrückhalt in der Molke [62, 220]. Ein Grund hierfür 

können eine Kompaktierung der Membran bei hohen Drücken und eine damit einhergehende 

Veränderung der effektiven Porenradienverteilung sein [221]. 

Prinzipiell muss bei der Diskussion der Ergebnisse die komplexe Zusammensetzung des MP/NF- 

MPK berücksichtigt werden. Die wechselseitige Beeinflussung des Rückhalts von ungeladenen 

und geladenen Molekülen wird in der Literatur zumindest für gering konzentrierte Lösungen 

diskutiert. Hiernach verändern sich in binären Lösungen sowohl Salz- als auch Zuckerrückhalte 

in Abhängigkeit von den Konzentrationsverhältnissen zueinander [222–224]. Auch der Rückhalt 

von Milchsäure ist an den Salzgehalt gekoppelt [214]. Gründe hierfür können einerseits eine 

exponentielle Abhängigkeit der Viskosität des Mediums in Abhängigkeit von der 

Zuckerkonzentration und die damit einhergehende verminderte Diffusivität von Molekülen sein 

[222]. Andererseits treten Ionen mit der geladenen Oberfläche von NF-Membranen in 

Wechselwirkung. Durch anziehende oder abstoßende Kräfte kann es so zu einer Veränderung 

der effektiven Porengrößenverteilung kommen [223]. An dieser Stelle sei auf Luo und Wann 

(2013) [60] verwiesen, die in ihrem Review insgesamt acht Mechanismen zur Beschreibung des 

Effekts von Salzen und pH-Wert auf NF-Verfahren recherchierten. 

Im Verlauf der bzw. im Anschluss an die Konzentrierung sind die Bildung eines Niederschlags 

und eine damit verbundene Eintrübung des MPK sichtbar. Es wird zunächst vermutet, dass es 

sich hierbei um Lactose handelt, da diese mit 180 g/L (20 °C) [32] nur eine moderate Löslichkeit 

im vorherrschenden Temperaturbereich besitzt. Um diese These zu belegen, wird eine Probe des 

Niederschlags bei 550 °C im Muffelofen verascht. Hierbei zeigt sich, dass dieser zu 80 ± 0,36 % 

aus anorganischen Verbindungen besteht. Entgegen der Vermutung spielt die Ausfällung der 

Lactose während der Filtration durch eine Übersättigung somit nur eine untergeordnete Rolle. Da 

das Disaccharid in zwei anomeren Formen, als α- und β-Lactose, vorliegen kann, erweist sich die 

Löslichkeit als eine komplexe Funktion der Temperatur [32]. Die Bildung und das Wachstum von 

Lactosekristallen werden zudem vom Grad der Übersättigung, der Viskosität, dem pH-Wert und 

der Anwesenheit von Verunreinigungen bestimmt [225]. Hierbei handelt es sich um einen 

zeitabhängigen Prozess, der von der Mobilität der Lactosemoleküle abhängt. Erst wenn eine 

quasi-stationäre Verteilung der Moleküle in der Lösung vorliegt und die Größe der sich bildenden 

Keime dem kritischen Kristallbildungsradius entspricht, beginnt die Feststoffbildung [226]. Eine 

zeitlich begrenzte Überschreitung der Sättigungskonzentration ist somit aufgrund der 

Induktionszeit der Kristallisation möglich [138, 227]. Diese Induktionszeit hängt dabei von der 

Anwesenheit und Konzentration der anderen Molkenkomponenten im Medium ab und ist 

umgekehrt proportional zur Keimbildungsrate und Wachstumsrate [228, 226]. 

Um zu klären, welche anorganischen Komponenten neben der Lactose im Verlauf der Filtration 

kristallisieren, wird der Niederschlag aufgeschlossen und mittels IC/ICP untersucht. Abbildung 

5-7 zeigt, dass sich dieser Feststoff hauptsächlich aus Calcium und Phosphor zusammensetzt. 

45


Chlorid 

1% 

Phosphor 

42% 

Natrium 

0% 

Calcium 

56% 

Magnesium 

0% 

Kalium 

1% 

Abbildung 5-7: Zusammensetzung des anorganischen Anteils des Niederschlags im NF-MPK (in Gew.-%) 

Die Eintrübung des Molkenkonzentrats im Verlauf der Konzentrierung mittels NF ist somit nicht 

vorrangig auf die Kristallisation von Lactose, sondern vielmehr auf die einer Verbindung aus 

Calcium und Phosphat zurückzuführen. Die Ionen können dabei in Verbindung als Salz in fünf 

verschiedenen kristallinen Formen mit jeweiligem Löslichkeitsprodukt vorliegen [229]. Das 

Löslichkeitsprodukt von Ca3(PO4)2 (Octacalciumphosphat) beträgt beispielsweise 2,07 · 10 -33 

(25 °C) [230], dasjenige von Ca5OH(PO4)3 (Hydroxyapatit) 1,8 · 10 -58 (25 °C) [229]. Die Löslichkeit 

nimmt hierbei mit steigender Temperatur ab [230]. Vor dem Hintergrund einer Bilanzierung 

werden die Konzentrationen von Calcium und Phosphor im Gesamt-MPK sowie innerhalb des 

flüssigen Überstands nach Abzentrifugation des Feststoffs in Folge einer Lagerzeit von 24 h bei 

6 °C bestimmt. Die Ergebnisse zeigen, dass sich die Konzentration der Elemente in der 

Flüssigkeitsphase um 21 bzw. 29 % verringert. Somit fallen 1,8 g/kg Calcium, sowie 1,14 g/kg 

Phosphor (entsprechen 3,50 g/kg PO4 3- ) aus dem MPK aus. Im Anschluss an die Filtration, bei 

sinkender Temperatur und erhöhter Standzeit des MPK, ist zudem die erwartete Ausfällung der 

Lactose zu beobachten. Im Gegensatz zum Calciumphosphat lässt sich diese jedoch durch 

Temperaturerhöhung wieder lösen. 

Essentiell ist eine eingehende und regelmäßige Reinigung der NF-Membranen. Bereits 

vorhandene Partikel im Membranmodul aus vorangegangenen Filtrationen wirken als 

Impfkristalle und erhöhen so die Wahrscheinlichkeit einer frühzeitigen Ausfällung. Auch im 

Anschluss an die NF kann die Partikelbildung zu Problemen, wie der Verblockung der UF- 

Membran im Falle eines kontinuierlichen Verfahrens, führen. Zusätzlich und als schwerwiegender 

zu beurteilen ist im Falle der Lactose die Tatsache, dass eine Kristallisation des Zuckes diesen 

unzugänglich für das Enzym macht, sodass dieser Anteil für die GOS-Synthese nicht nutzbar ist. 

In weiteren Experimenten zeigte sich, dass die Kristallisation von Lactose vermieden werden 

kann. Das MPK muss hierzu direkt im Anschluss an die Konzentrierung mit dem Biokatalysator 

versetzt werden. Die Konzentration der β-Galactosidase muss hierbei hinreichend hoch sein, um 

die Übersättigung des Disaccharides abzubauen bevor eine Kristallisation erfolgt. Unterstützend 

46


wirkt sich hier eine hohe Temperatur aus. Eine Übersättigung des Calciumphosphats könnte 

durch die Wahl einer Membran höheren MWCOs mit einhergehendem geringerem Salzrückhalt 

vermieden werden. Bei dem bisher angedachten Verfahrensentwurf wird der Feststoff durch die 

UF zusammen mit den Enzymen vom Produkt abgetrennt. Unter Umständen muss ein Dekanter 

zur Abtrennung des Feststoffs vor der Enzymzugabe eingesetzt werden. 

5.1.3 Zusammenfassung 

Vor dem Hintergrund der angestrebten selektiven Konzentrierung von Lactose im MP erweist sich 

die Desal-5DK unter den fünf getesteten Membranen als am besten geeignet. Der Verlust des 

Zuckers, dessen Konzentration für die GOS-Synthese maßgeblich ist, ist minimal. Gleichzeitig 

erlaubt diese Membran die Ausschleusung anderer Molkenkomponenten (Salze und Milchsäure) 

und trägt so zur Minimierung unerwünschter Nebenprodukte im GOS-Syntheseschritt bei. Ein 

optimaler Betriebsdruck von 70 bar für die Konzentrierung von MP im Plattenmodul wird anhand 

der druckabhängigen Permeatleistung in einem Vorversuch ermittelt. Über den Verlauf der 

Konzentrierung wird ein linearer Zusammenhang zwischen der Permeatleistung und dem TS- 

Gehalt des Konzentrats beobachtet. Zusammenfassend ist in Tabelle 5-3 die Zusammensetzung 

des NF-MPK dargestellt. Mittels Hochdruck-NF gelingt eine Konzentrierung der Molke auf einen 

TS von rund 40 %. Die bisher in der Literatur beschriebene Konzentrierung von 17 – 25 % [62, 65, 

200] wird somit deutlich überschritten. 

Tabelle 5-3: Zusammensetzung des NF-MPK 

Lactose Milchsäure Na + K + Ca 2+ Mg 2+ PO 4 

3- 

Cl - 

345,71 

(± 28,33) 

[g/L] [g/kg] [g/L] 

31,42 

(± 1,99) 

0,35 

(± 0,09) 

1,84 

(± 0,46) 

8,24 

(± 0,47) 

0,77 

(± 0,04) 

11,81 

(± 0,34) 

2,17 

(± 0,54) 

Durch die Untersuchung der Rückhaltecharakteristik der Inhaltsstoffe konnte gezeigt werden, 

dass diese den hohen Konzentrierungsfaktor sowie die komplexe Zusammensetzung der Molke 

widerspiegelt. Die konzentrat- und permeatseitige Verteilung der Ionen aus der Molke bei TS- 

Gehalten von über 25 % wird in der Literatur noch nicht beschrieben. Diese ist dabei nicht nur 

eine Funktion der Moleküldurchmesser und -konzentrationen. Vielmehr spielen neben sterischen 

Einflüssen elektrostatische Wechselwirkungen der geladenen Molkenkomponenten mit der 

ebenfalls geladenen NF-Oberfläche eine Rolle. Durch die Konzentrierung werden 

Löslichkeitsgrenzen einzelner Komponenten im MPK überschritten. Sowohl die Niederschlagsbildung 

durch Calciumphosphat als auch diejenige durch Lactose muss vor dem Hintergrund der 

Filtrationsleistung und der enzymatischen GOS-Ausbeute kritisch betrachtet werden. 

47


5.2 Enzymcharakterisierung und GOS-Synthese im Batch 

Für die Lactosehydrolyse werden industriell verschiedene Enzympräparate angeboten (Tabelle 

9-5). Die β-Galactosidasen stammen hierbei aus Hefen der Gattung Kluyveromyces, dem 

Bakterium Bacillus circulans oder den Pilzen der Gattung Aspergillus. Da Sauermolke einen pH- 

Bereich von unter 4,7 aufweist und sich durch hohe Salzkonzentrationen auszeichnet, sind 

gängige Präparate aus K. lactis und B. circulans nicht geeignet. Lediglich β-Galactosidasen aus 

A. oryzae weisen ein Aktivitätsoptimum im pH-Bereich der Molke auf. Entsprechend wird ein 

Enzympräparat aus diesem Organismus gewählt und im Folgenden charakterisiert. Ziel der 

Untersuchungen ist die genaue Betrachtung der GOS-Synthese im sauren pH-Bereich unter 

Einsatz des gewählten Enzyms. Dabei werden relevante Einflussfaktoren identifiziert, die sich auf 

die enzymatische Aktivität, Langzeitstabilität sowie Produktausbeute auswirken können. Letztlich 

wird die Möglichkeit einer Übertragung der GOS-Synthese von synthetischen Lactoselösung auf 

MP bzw. MPK untersucht. 

5.2.1 Bestimmung der enzymatischen Aktivität 

Temperatur und pH-Wert 

Die Aktivität jedes Enzyms ist von Prozessparametern, vor allem von der Temperatur und dem 

pH-Wert, abhängig. Zur Identifizierung des optimalen Wirkungsbereichs des Biokatalysators wird 

deshalb die Abhängigkeit seiner Aktivität von den jeweiligen Parametern mittels oNPG-Assay 

untersucht. Für die Temperatur ergibt sich hierbei ein Optimum von etwa 55 °C. Bei einer 

Temperatur von 35 °C zeigt die β-Galactosidase eine um 50 % reduzierte Aktivität. Die 

Temperaturabhängigkeit der Reaktionsgeschwindigkeit im Bereich zwischen 25 und 50 °C kann 

über die folgende Arrhenius-Gleichung dargestellt werden. 

k = b ∙ e -E a 

RT (19) 

mit 

k 

b 

Ea 

R 

T 

Geschwindigkeitskonstante [1/min] (in der Praxis: maximale 

Reaktionsgeschwindigkeit vmax [mmol/(min·g)]) 

Häufigkeits- oder Frequenzfaktor [1/min] 

Aktivierungsenergie [J/mol] 

Gaskonstante [J/(mol·K)] 

Temperatur [K] 

Zur Bestimmung der Aktivierungsenergie wird die Gleichung logarithmiert. Aus der graphischen 

Auftragung von ln(k) bzw. ln(vmax) gegen 1 T 

wird die Aktivierungsenergie für das Enzym aus 

A. oryzae mit 36,30 kJ/mol (R 2 = 0,9924) bestimmt. Die Ergebnisse der Versuche bei variablem 

pH-Wert belegen, dass das Enzym im Bereich um pH 4,5 die höchste Aktivität zeigt. Sauermolke 

48

elative Aktivität [%] 


besitzt einen pH-Wert in diesem Bereich. Somit erweist sich der Biokatalysator für den 

angestrebten Prozess als geeignet. 

Nebenprodukte 

Als Nebenprodukte der Hydrolyse von Lactose und GOS entstehen im Verlauf der enzymatischen 

Reaktion die Monosaccharide Glucose und Galactose. Diese werden in der Literatur als mögliche 

Inhibitoren der enzymatischen Umsetzung von Lactose gesehen (Kapitel 2.3.2.2). Prinzipiell 

werden in der Enzymtechnik drei Arten der Hemmung unterschieden. Bei der kompetitiven 

Hemmung konkurrieren Substrat und Inhibitor um das aktive Zentrum. Eine Belegung des aktiven 

Zentrums durch ein Strukturanalogon verhindert hierbei die Bindung des Substrats und damit 

dessen Umsetzung. Eine nicht kompetitive Hemmung tritt dagegen dann auf, wenn der Inhibitor 

sowohl an das freie Enzym, als auch an den Enzym-Substrat-Komplex bindet. Es entsteht ein so 

genannter Dead-End-Komplex aus Enzym und Inhibitor durch den kein Substratumsatz mehr 

möglich ist. Eine dritte Möglichkeit stellt die unkompetitive Hemmung dar. Bei dieser kommt es 

zur Inaktivierung des Substrat-Enzym-Komplexes durch die Bindung des Hemmstoffs an einer 

zweiten Bindungsstelle, die nicht dem aktiven Zentrum entspricht [196]. 

Mit Hilfe des oNPG-Assays wird der Einfluss der Reaktionsprodukte auf die Aktivität des 

eingesetzten Enzyms untersucht. Glucose zeigt hierbei im Bereich von 40 - 120 g/L keinen 

Einfluss auf die Geschwindigkeit der enzymatischen Umsetzung (Daten nicht dargestellt). 

Demgegenüber erweist sich freie Galactose als Inhibitor (Abbildung 5-8). 

100 

80 

60 

40 

20 

0 

0 40 60 80 100 120 

Galactosekonzentration [g/L] 

Abbildung 5-8: Einfluss von Galactose auf die relative Aktivität der β-Gal (gr.) (oNPG-Assay) 

49


Abbildung 5-8 zeigt die Reduzierung der relativen Aktivität des Biokatalysators mit steigender 

Konzentration des Monosaccharids im Bereich von 40 - 120 g/L. Bereits die geringste 

Konzentration von 40 g/L hat eine Abnahme der Umsetzungsrate von über 50 % zur Folge. 

Während es sich hierbei laut Portaccio et al. (1998) [231] um eine kompetitive Inhibierung handelt, 

beschreiben Shukla und Chaplin (1993) [232] die Wechselwirkung zwischen einer β- 

Galactosidase aus A. oryzae und Galactose als nicht kompetitiv. 

Eine Identifizierung des an dieser Stelle wirksamen Inhibierungsmechanismus ist mittels einer 

Auftragung der Michaelis-Menten-Kinetik (Gleichung 20) nach Lineweaver-Burk (Gleichung 21) 

für eine Reaktion mit und ohne Hemmstoff möglich [196]. 

Formal wirkt sich eine kompetitive Hemmung über die Vergrößerung des Km-Werts aus, während 

vmax dem Massenwirkungsgesetz unterliegt und somit für [S] ∞ unverändert bleibt. Bei der nicht 

kompetitiven Hemmung wird Km vergrößert, während sich vmax verringert. Beide Konstanten 

werden im Falle einer unkompetitiven Hemmung des Enzyms durch einen Inhibitor kleiner [196]. 

v 0 = v max∙ [S] 

K m + [S] 

(20) 

1 

v = 1 K m 

+ ∙ 1 

v max v max [S] 

(21) 

mit 

v 

Km 

[S] 

Reaktionsgeschwindigkeit 

Michaelis-Menten-Konstante 

Substratkonzentration 

Mittels oNPG-Assay wird die Reaktionsgeschwindigkeit in Abhängigkeit von der Substratkonzentration 

aufgenommen. Abbildung 5-9 zeigt die doppelt reziproke Auftragung der 

Reaktionsgeschwindigkeit gegen die Substratkonzentration für eine enzymatische Reaktion in 

Ab- bzw. Anwesenheit des Inhibitors Galactose (60 g/L Galactosekonzentration im Reaktionsansatz). 

Der Km-Wert wird durch die Zugabe des Monosaccharids um den Faktor 20 erhöht, während vmax 

im Rahmen der Fehlerabweichung annähernd konstant bleibt. Anhand dieser Ergebnisse lässt 

sich schlussfolgern, dass die durch Galactose hervorgerufene Hemmung der eingesetzten β- 

Galactosidase kompetitiv erfolgt. In Kapitel 2.3.2 wird der in dieser Arbeit betrachtete 

Reaktionsmechanismus beschrieben. Hiernach tritt jeweils der Galactoserest eines Di- oder 

Oligosaccharids mit dem Enzym in Wechselwirkung (Enzym-Galactosyl-Komplex in Abbildung 

2-5). Entsprechend passt die freie Galactose strukturell ebenso in die aktive Stelle. Es entsteht 

damit eine Wettbewerbssituation, die zu einer Hemmung des Enzyms führt, wenn die freie 

Galactose das aktive Zentrum blockiert. 

50

1/v (normiert) 


60 g/L Galactose 0 g/L Galactose 

Extrapolation (60 g/L Galactose) Extrapolation (0 g/L Galactose) 

Linear (60 g/L Galactose) 

Linear (0 g/L Galactose) 

1 

R² = 0,9997 

0,5 

R² = 0,9609 

0 

-0,5 0 0,5 1 

1/[S] (normiert) 

Abbildung 5-9: Lineweaver-Burk Darstellung der Michaelis-Menten-Gleichung mit und ohne Galactose 

Inhibierung (oNPG-Assay) 

Die Identifizierung des Inhibierungsmechanismus ist hierbei nicht nur aus wissenschaftlicher 

Sicht interessant. So kann die kompetitive Hemmung in der Praxis über die Erhöhung der 

Substratkonzentration reduziert werden [231]. Vor dem Hintergrund der Herstellung von GOS aus 

Lactose sollte entsprechend das Verhältnis von Di- und Oligosacchariden zum Monosaccharid 

Galactose möglichst hoch sein. 

Ionen 

Enzyme besitzen ionische Gruppen innerhalb ihrer Molekülstruktur, die sie zu Polyelektrolyten 

machen. Die geladenen Gruppen können sowohl direkt im aktiven Zentrum der Enzyme lokalisiert 

sein, als auch an anderer Stelle zur Stabilisierung der Tertiärstruktur beitragen. Die Ionenstärke 

des Mediums kann sich über ionische Wechselwirkungen auf die Aktivität der Enzyme auswirken 

[196]. Der Einfluss unterschiedlicher Ionen auf β-Galactosidasen wird in der Literatur beschrieben 

[159, 161]. Im Vordergrund dieser Untersuchungen stehen Enzyme aus der Hefegattung 

Kluyveromyces. Ca 2+ wird dabei als Inhibitor, Mg 2+ als Aktivator der Lactoseumsetzung gesehen. 

Der Einfluss von Na + und K + wird divergent diskutiert [159, 162, 163]. Beim Einsatz von Milch und 

Molke als Substrat ist die Ionenkonzentration laut Mahoney et al. (1980) [163] der maßgebliche 

Faktor, der die enzymatische Aktivität bestimmt. Das in dieser Arbeit eingesetzte Substrat Molke, 

insbesondere das MPK, zeichnet sich durch einen hohen Salzgehalt aus (Tabelle 5-3). 

Besonders der hier vorliegende hohe Gehalt an Ca 2+ wird bisher in dieser Form im 

Zusammenhang mit der GOS-Synthese nicht betrachtet (bis 0,04 mol/L [159]; MPK 0,21 mol/L). 

Die Abbildung 5-10 zeigt die relative Aktivität des Enzyms in Anwesenheit unterschiedlicher 

Salze, deren Konzentration jeweils der Menge des Kations im MPK angepasst ist (Tabelle 9-16 

51



im Anhang). Die Ergebnisse belegen, dass die relative Aktivität des Enzyms nicht durch die 

Zugabe von Natrium- oder Kaliumsalzen beeinflusst wird. Calcium scheint demgegenüber, 

anders als in der Literatur vermerkt, ebenso wie Magnesium die Aktivität des Enzyms zu 

stimulieren. Dies belegt, dass die Wirkung von Ionen, wie auch schon von Garman et al. (1996) 

[161] angemerkt, enzymspezifisch ist. 

250 

200 

150 

100 

50 

0 

Abbildung 5-10: Einfluss unterschiedlicher Salze auf die relative Aktivität der β-Gal (fl.) (oNPG-Assay) 

Der gewählte Biokatalysator aus A. oryzae eignet sich somit aufgrund seiner Salztoleranz, im 

Gegensatz zu herkömmlich eingesetzten Präparaten aus Hefen, für den Einsatz auf komplexen 

Medien wie Molke. Hierbei ist davon auszugehen, dass sich die zusätzlichen Komponenten der 

Molke sogar positiv auf die Synthesereaktion auswirken. 

5.2.2 Bestimmung der enzymatischen Langzeitstabilität 

Vor dem Hintergrund einer Wiedergewinnung von Biokatalysatoren im Rahmen kontinuierlich 

betriebener Bioprozesse ist deren (Langzeit-) Stabilität in Abhängigkeit von Prozessvariablen von 

besonderem Interesse. Hierbei können die Temperatur, der pH-Wert, verschiedene 

Medienkomponenten sowie aufgebrachte Scherkräfte eine Deaktivierung des Enzyms bedingen. 

Ein besseres Verständnis über die grundlegenden Zusammenhänge erlaubt eine ökonomische 

Auslegung und Optimierung von Prozessen [233]. Für die in dieser Arbeit eingesetzte β- 

Galactosidase aus A. oryzae soll im Folgenden der Einfluss der Parameter Temperatur und pH- 

Wert auf die Halbwertszeit quantifiziert werden. Aus Abbildung 5-11 geht hervor, dass die 

52



Inaktivierung durch steigende Temperaturen begünstigt wird. Während bei 32 °C am 16. Tag 

noch 75 % der maximalen Aktivität erhalten sind, verliert der Biokatalysator 99 % seiner Wirkung 

innerhalb von einer Stunde bei 62,5 °C. 

120 

32 °C 42,5 °C 50 °C 62,5 °C 

100 

80 

60 

40 

20 

0 

0 5 10 15 

Zeit [d] 

Abbildung 5-11: Stabilität der β-Gal (gr.) in Abhängigkeit von der Temperatur (pH 4,5) (oNPG-Assay) 

Die thermische Deaktivierung von Enzymen folgt einer Reaktion erster Ordnung [234]. Hierbei 

wird angenommen, dass das Enzym in zwei Zuständen vorliegen kann. In der nativen/aktiven 

Form E und der deaktivierten Form Ed. Die Deaktivierungsrate wird über die Konstante kd 

ausgedrückt. 

kd 

E E d (22) 

Dieser Modellvorstellung liegt ein direkter Übergang des aktiven Enzyms in den inaktiven 

Zustand, ohne die Bildung von Intermediaten, zugrunde. Es folgt: 

- d[E] = k 

dt d [E] (23) 

Mit der Randbedingung, dass zum Zeitpunkt t = 0 alle Enzyme im nativen Zustand (E = E0) 

vorliegen, lässt sich die normalisierte Aktivität a zu jeder Zeit t wie folgt darstellen: 

a = E E 0 

= e -k dt 

(24) 

53

Halbwertszeit [d] 


Aus der Auftragung von ln (a) gegen t folgt kd aus der Steigung der Geraden. Die Konstanten der 

Deaktivierungsrate des Enzyms aus A. oryzae (kd) lassen sich auf diese Weise zu 0,017 

(R² = 0,8038), 0,023 (R² = 0,9361) und 0,254 (R² = 0,9571) d -1 für die jeweiligen Temperaturen 

32, 42,5 und 50 °C bestimmen. Aus den Konstanten können die Halbwertszeiten t1/2 der β- 

Galactosidase ermittelt werden. 

t 1/2 = 

ln (2) 

k d 

(25) 

Halbwertszeiten in Abhängigkeit von der Temperatur sind in Abbildung 5-12 dargestellt. 

45 

40 

35 

30 

25 

20 

15 

10 

5 

0 

25 30 35 40 45 50 55 


Abbildung 5-12: Halbwertszeit der β-Gal (gr.) in Abhängigkeit von der Temperatur 

Ebenso wie für die Temperatur zeigt sich eine Abhängigkeit der enzymatischen Stabilität vom 

pH-Wert der Lösung (Abbildung 5-13). 

54



120 

pH 5,5 pH 5 pH 4,5 pH 4 pH 3,5 

100 

80 

60 

40 

20 

0 

0 5 10 15 

Zeit [d] 

Abbildung 5-13: Stabilität der β-Gal (gr.) in Abhängigkeit vom pH-Wert (T = 32 °C) (oNPG-Assay) 

Deutlich erkennbar ist die Inaktivierung des Biokatalysators bei einem pH von 3,5. Innerhalb von 

3 Tagen verringert sich die Aktivität um 45 %, am 11. Tag verbleiben lediglich 17 % des 

anfänglichen Werts. Im Bereich von pH 4,0 - 5,5 ist ein leichter Stabilitätsverlust (< 20 %) über 

den Zeitraum von 16 Tagen sichtbar. Jahreszeitliche oder produktionsbedingte pH-Wert 

Schwankungen durch Änderungen der Molkenzusammensetzung sind im Toleranzbereich 

(4,0 < pH < 5,5) somit nicht von wesentlicher Bedeutung. Lediglich eine Abweichung des pH- 

Werts unter 4,0 sollte vermieden werden, sofern eine längerfristige Nutzung des Biokatalysators 

angestrebt wird. 

5.2.3 Kinetik und Einflussparameter der GOS-Synthese 

Im Folgenden wird die GOS-Synthesereaktion auf Basis synthetischer Lactoselösungen in Batch- 

Versuchen betrachtet. Die Umsetzung von Lactose durch das Enzympräparat aus A. oryzae folgt 

dem in Kapitel 2.3.2 erläuterten Mechanismus. Die Zusammensetzung der Zuckerfraktion im 

Verlauf der Reaktionszeit ist exemplarisch aus Abbildung 5-14 zu entnehmen. Die 

Oligosaccharide werden dabei im Folgenden immer als Gesamtfraktion unter dem Begriff der 

GOS zusammengefasst. An dieser Stelle sei jedoch darauf hingewiesen, dass es sich dabei 

immer um eine Zusammensetzung von Oligosacchariden unterschiedlichen Polymerisationsgrads 

sowie Verknüpfungsmusters handelt (Kapitel 2.3). 

Das Substrat Lactose wird durch den Biokatalysator in Glucose, Galactose und GOS 

umgewandelt. Hierbei ist die Geschwindigkeit der Umsetzung zu Anfang der Reaktion deutlich 

höher. Grund hierfür ist einerseits die höhere Verfügbarkeit des Substrats zum Startzeitpunkt der 

Umsetzung, die eine hohe Wechselzahl des Enzyms erlaubt, sowie andererseits die zunehmende 

55

Saccharide [Gew.-%] 


Anwesenheit inhibierender Monosaccharide im späteren Reaktionsverlauf. Monosaccharide sind 

das Produkt der Hydrolyse von Lactose bzw. später des Abbaus von GOS durch die β- 

Galactosidase. Bei hinreichend langer Reaktionszeit würden sie die alleinigen Reaktionsprodukte 

darstellen. Der Anteil freier Glucose ist dabei in Abbildung 5-14 zunächst höher als der der 

Galactose, bedingt durch den Aufbau der GOS innerhalb der betrachteten Reaktionsdauer. Die 

Transgalactosylierungsreaktion überwiegt die Hydrolyse der gebildeten GOS innerhalb der ersten 

60 Minuten. Die maximale Ausbeute an GOS beträgt bei einer Ausgangslactosekonzentration 

von 212 g/L etwa 21,0 ± 0,174 Gew.-%. Mit voranschreitender Reaktionszeit reduziert sich diese 

wiederum bis auf 14,5 ± 1,406 Gew.-% (nach 300 Minuten). 

100 

Lactose Glucose Galactose GOS 

80 

60 

40 

20 

0 

0 100 200 300 

Zeit [min] 

Abbildung 5-14: Zeitlicher Verlauf der Saccharidzusammensetzung in Gew.-% im Verlauf der GOS- 

Synthese aus Lactose durch β-Gal (0,2 g/L β-Gal (gr.); 212 g/L Lactose; pH 4,5; 30 °C) 

Verschiedene Forschergruppen haben sich bereits mit der Beschreibung der Reaktionskinetik 

von β-Galactosidasen befasst [139, 147, 235, 236]. Nach Palai et al. (2013) [237] lässt sich dieser 

Mechanismus über sechs Reaktionsgleichungen mit 11 kinetischen Konstanten abbilden. 

Die Transgalactosylierung setzt sich in diesem Modell, anders als bei Kim et al. (2004) [235] und 

Boon et al. (1999) [236], aus zwei elementaren Reaktionen zusammen. Dies sind die Abspaltung 

von Glucose und eine anschließende Übertragung von Galactose auf Lactose zur Bildung von 

GOS. Die Dissoziation des Lactose-Enzym-Komplexes in den Galactosyl-Enzym-Komplex wird 

als reversible Reaktion verstanden. Zudem erfolgt eine explizite Bilanzierung von Glucose und 

Galactose anders als in vorangegangenen Veröffentlichungen in denen beide Saccharide als eine 

Spezies als Monosaccharid zusammengefasst werden [139, 147]. Das Modell umfasst neben der 

Transgalactosylierung kompetitive Reaktionen wie die Hydrolyse und die Inhibierung des 

56


Biokatalysators durch Monosaccharide. Das Modell vernachlässigt dennoch die Bildung und den 

konsekutiven Abbau von GOS unterschiedlichen Polymerisationsgrads. Dies ist der Komplexität 

des daraus resultieren Modells und der benötigten Analytik zur Identifizierung der einzelnen GOS- 

Strukturen geschuldet. Im Folgenden wird zur Beschreibung der in Abbildung 5-14 dargestellten 

Kinetik für das grundlegende Verständnis der Zusammenhänge das vollständige Reaktionsschema 

dargestellt: 

Bildung des Galactosyl-Enzym-Komplex und Abspaltung von Glucose 

E + Di E-Di (26) 

k2 

E-Di E-Gal + Glu (27) 

k-2 

k1 

k-1 

Hydrolyse (und Hemmung durch Galactose) und Bildung von Galactobiose 

k3 

E-Gal E + Gal (28) 

k-3 

k4 

E-Gal + Gal E + Di (29) 

k-4 


E-Gal + Di 

k5 

k-5 

E-Tri 

(30) 

k6 

E-Tri E + Tri (31) 

k-6 

k7 

E-Gal + Tri E-Tetra (32) 

k-7 

E-Tetra 

k8 

k-8 

E + Tetra 

(33) 

E-Gal + Tetra 

k9 

k-9 

E-Penta 

(34) 

k10 

E-Penta E + Penta (35) 

k-10 

Zum Reaktionsstart liegt die Lactose (Disaccharid, Di) als alleinige Saccharidfraktion vor. Über 

die Bindung des Enzyms (E) an die Galactoseuntereinheit und die Abspaltung von Glucose, wird 

ein Galactosyl-Enzym-Komplex (E-Gal) ausgebildet (Gleichung 26 und 27). Die (Rück-) Reaktion 

des Galactosyl-Enzym-Komplex mit Glucose führt zur Bildung von Disacchariden. Hierbei kann 

es sich theoretisch um Lactose oder Allolactose handeln. Beide werden im obigen Schema als 

Disaccharide (Di) zusammengefasst. Im Verlauf der enzymatischen Umsetzung entstehen durch 

Hydrolyse (Gleichung 28) und Transgalactosylierung (Gleichungen 29 – 35) Glucose (Glu) und 

57


Galactose (Gal), Disaccharide (Lactose, Allolactose, Galactobiose) sowie Oligosaccharide 

unterschiedlicher Kettenlänge (Trisaccharide (Tri), Tetrasacharide (Tetra), Pentasaccharide 

(Penta)). Anhand des Schemas lassen sich zwei Schlussfolgerungen ziehen. Die Bildung der 

Oligosaccharide und die zu erzielende Ausbeute wird hiernach über das Verhältnis der 

Hydrolyse- zur Transgalactosylierungsreaktion (k3[E-Gal] versus k5[E-Gal][Di], k7[E-Gal][Tri], 

k9[E-Gal][Tetra]) bestimmt. Dieses Verhältnis wird dabei über die Gesamtsaccharidkonzentration 

bzw. die damit einhergehende Wasseraktivität gesteuert. Weiterhin wird deutlich, dass der 

anfängliche Kettenaufbau der Oligosaccharide und der anschließende Abbau auf das Verhältnis 

zwischen kurz- und längerkettigen Sacchariden zurückzuführen ist. 

Zum Reaktionsbeginn setzt das Enzym die vorgelegten Disaccharide um. Im späteren 

Reaktionsverlauf nimmt der relative Anteil längerkettiger Saccharide (Tri, Tetra, Penta) zu. 

Entscheidend ist, ob das freie Enzym auf ein kurzkettiges oder ein längerkettiges Saccharid trifft. 

Einfluss der Enzym- und Substratkonzentration 

Die Enzymmenge bestimmt für eine festgelegte Substratkonzentration die Geschwindigkeit der 

Lactoseumsetzung. Abbildung 5-15 zeigt den zeitlichen Verlauf des Lactose-Umsatzes (unten) 

und der GOS-Ausbeute (oben) in Abhängigkeit von der Biokatalysatormenge für 

Lactoseausgangskonzentrationen von 94 (links) bzw. 200 g/L (rechts). 

Die Erhöhung der Enzymkonzentration führt für beide Lactosekonzentrationen zu einer 

schnelleren Umsetzung des Substrats. Ebenso wirkt sich die Biokatalysatormenge auf die 

Geschwindigkeit der GOS-Bildung aus. Die maximale Ausbeute der GOS wird in kürzerer Zeit 

erreicht. Gleichzeitig erhöht sich jedoch auch die Geschwindigkeit der Hydrolyse des gebildeten 

Produktes. Ein Vergleich der Enzymkonzentrationen mit der jeweiligen Reaktionsdauer bis zum 

Erreichen der maximalen GOS-Ausbeute offenbart einen annähernd linearen Zusammenhang 

zwischen beiden Größen. Eine Verdopplung der Biokatalysatorkonzentration von 0,1 auf 0,2 g/L 

halbiert die Zeit bis zum Erreichen der optimalen GOS-Ausbeute von 30 auf 15 min bei einer 

Lactoseausgangskonzentration von 94 g/L. Ein schneller Substratumsatz kann im Falle einer 

sehr hohen Lactosekonzentration von Vorteil sein, da die Wahrscheinlichkeit der Kristallisation 

mit andauernder Übersättigung der Lösung steigt. Gleichzeitig erfordert ein hoher Enzymeinsatz 

eine unmittelbare Beendung der Reaktion zum Zeitpunkt der maximalen GOS-Ausbeute. Das 

Zeitfenster für diesen Schritt verkleinert sich mit der eingesetzten Biokatalysatormenge. 

Im Verlauf enzymkatalysierter Reaktionen liegt der Biokatalysator entweder als freies Molekül 

oder im Komplex mit dem Substrat vor. Die eigentliche katalytische Reaktion und der zumeist 

geschwindigkeitsbestimmende Schritt der Umsetzung finden dabei im Enzym-Substrat-Komplex 

statt. Somit hängt die Reaktionsgeschwindigkeit von der Konzentration dieses Komplexes ab. 

Dessen Konzentration wiederum wird durch den Sättigungsgrad des Biokatalysators bestimmt. 

Bei hinreichend hohen Substratkonzentrationen wird die maximale Reaktionsgeschwindigkeit 

lediglich durch die Enzymkonzentration bestimmt, da hier alle Enzyme als Komplex und nicht als 

freie Moleküle vorliegen. Ist die Substratkonzentration zu gering, um eine vollständige Sättigung 

zu gewährleisten, wird die maximale Reaktionsgeschwindigkeit nicht erreicht. In diesem Fall wirkt 

58

Lactose-Umsatz [Gew.-%] 


GOS-Ausbeute [Gew.-%] 



sich die Substratkonzentration damit direkt auf die Geschwindigkeit der enzymatischen 

Umsetzung aus. 

Während sich die Enzymkonzentration lediglich auf die Kinetik der Reaktion auswirkt, hat die 

Lactoseausgangskonzentration einen entscheidenden Einfluss auf die maximale Ausbeute, da 

diese das Verhältnis von Transgalactosylierungs- zu Hydrolysereaktion bestimmt (Gleichungen 

28 – 35). 

25 

0,2 g/L 0,1 g/L 

25 

0,4 g/L 0,2 g/L 0,1 g/L 

20 

20 

15 

15 

10 

10 

5 

5 

0 

0 20 40 60 

Zeit [min] 

0 

0 50 100 150 200 

Zeit [min] 

0,2 g/L 0,1 g/L 

0,4 g/L 0,2 g/L 0,1 g/L 

100 

100 

80 

80 

60 

60 

40 

40 

20 

20 

0 

0 20 40 60 

Zeit [min] 

0 

0 50 100 150 200 

Zeit [min] 

Abbildung 5-15: Zeitlicher Verlauf der GOS-Ausbeute (oben) und des Lactose-Umsatzes (unten) in 

Abhängigkeit von der Enzymkonzentration für Lactoseausgangskonzentrationen von 94 g/L (links) und 

200 g/L (rechts) (β-Gal (gr.); pH 4,5; 30 °C) 

59



Um den Einfluss von Enzym- und Substratkonzentration zu quantifizieren, werden β- 

Galactosidase Konzentrationen von 0,1 - 0,4 g/L und Lactoselösungen mit 94 - 440 g/L 

eingesetzt. In Abbildung 5-16 ist die maximal erreichbare GOS-Ausbeute (y-Achse) gegen 

unterschiedliche Enzym/Substrat-Verhältnisse (z. B. 0,1 g/L β-Galactosidase zu 440 g/L Lactose 

= 0,23 · 10 -3 (x-Achse)) aufgetragen. Die Produktausbeute steigt hierbei unabhängig vom 

Verhältnis lediglich in Abhängigkeit von der eingesetzten Lactoseausgangskonzentration. Das 

Enzym synthetisiert aus 94 g/L Lactose eine Saccharidmischung, deren GOS-Anteil (GOS- 

Ausbeute) bei 19,6 ± 0,007 Gew.-% liegt. Unter Einsatz einer 440 g/L Lactoselösung steigt die 

Ausbeute der Oligosaccharide auf maximal 26,3 ± 0,088 Gew.-%. 

30 

25 

20 

15 

0 0,5 1 1,5 2 2,5 

Enzym/Lactose-Verhältnis·10 -3 [-] 

Ausgangslactosekonzentration 

↑ 

Enzym/Lactose 

0,1/440 

0,2/440 

0,4/440 

0,1/333 

0,2/333 

0,4/333 

0,1/222 

0,2/222 

0,4/222 

0,1/94 

0,2/94 

Abbildung 5-16: Einfluss des Enzym/Substrat-Verhältnisses auf die maximale GOS-Ausbeute (0,1 - 0,4 g/L 

β-Gal (gr.); 94 - 440 g/L Lactose; pH 4,5; 30 °C) 

Wird die GOS-Ausbeute in Bezug zum Anteil an hydrolysierter Lactose gesetzt (Abbildung 5-17), 

ist festzustellen, dass sich bei hohen Lactosestartkonzentrationen (unabhängig von der 

Enzymkonzentration) eine Verschiebung der maximalen GOS-Ausbeute hin zu einer höheren 

Substrathydrolyse verzeichnen lässt. 

60



30 

Enzym/Lactose 

25 

20 

15 

10 

5 

0 

Ausgangslactosekonzentration 

↑ 

0 20 40 60 80 100 


0,1/440 

0,2/440 

0,4/440 

0,1/333 

0,2/333 

0,4/333 

0,1/222 

0,2/222 

0,4/222 

Abbildung 5-17: GOS-Ausbeute in Relation zum Lactose-Umsatz in Abhängigkeit von der Enzym- 

(0,1 – 0,4 g/L) und Ausgangslactose- (222 – 440 g/L) Konzentration (β-Gal (gr.); pH 4,5; 30 °C) 

Einfluss des pH-Werts und der Temperatur 

Aus den Untersuchungen zur Aktivität und Stabilität des Enzyms in Abhängigkeit vom pH-Wert 

und der Temperatur (Kapitel 5.2) mittels oNPG-Assay müssen die Grenzen, innerhalb derer die 

Prozessparameter gewählt werden können, abgelesen werden. Auf diese Weise wird dem 

Aktivitätsverlust des Biokatalysators durch ungeeignete Betriebsführung vorgebeugt. 

Der pH-Wert von Sauermolke, die letztlich zur GOS-Synthese eingesetzt werden soll, liegt bei 

4,5 und somit sowohl im Bereich des Aktivitäts- als auch im Bereich des Stabilitätsoptimums des 

Enzyms. Die Untersuchungen zur Abhängigkeit der GOS-Synthese in Abhängigkeit vom pH-Wert 

zwischen 3,5 und 5,5 zeigen zudem keine Unterschiede hinsichtlich der maximalen Ausbeute 

(Tabelle 5-4). Produktionsbedingte Schwankungen innerhalb der Molkenzusammensetzung und 

damit einhergehende Abweichungen des pH-Werts wirken sich entsprechend nicht auf den 

angestrebten Prozess zur Herstellung von GOS aus Molke aus. Lediglich vor dem Hintergrund 

einer Mehrfachnutzung des Enzyms über einen längeren Zeitraum sollten pH-Werte von 3,5 und 

darunter vermieden werden. 

Tabelle 5-4: pH-Wert Einfluss auf die maximale GOS-Ausbeute (0,4 g/L β-Gal (gr.); 270 g/L Lactose; 50 °C) 

pH-Wert 3,5 4,5 5,5 

Max. GOS-Ausbeute [Gew.-%] 21,42 ± 0,038 21,08 ± 0,266 22,35 ± 0,034 

61


Aus Kapitel 5.2.1 geht hervor, dass das Aktivitätsoptimum des Enzyms bei 55 °C liegt. 

Demgegenüber sinkt jedoch die Langzeitstabilität mit zunehmender Temperatur (Kapitel 5.2.2). 

Tabelle 5-5 zeigt die maximale Ausbeute an GOS für drei Temperaturstufen. In Übereinstimmung 

mit den in der Literatur genannten Untersuchungen (Kapitel 2.3.2.2) lässt sich keine relevante 

Abhängigkeit der GOS-Ausbeute von diesem Parameter feststellen. 

Tabelle 5-5: Temperatureinfluss auf die maximale GOS-Ausbeute (0,4 g/L β-Gal (gr.); 360 g/L Lactose; 

pH 4,5) 

Temperatur 35 °C 42,5 °C 50 °C 

Max. GOS-Ausbeute [Gew.-%] 23,72 ± 0,233 23,95 ± 0,343 24,11 ± 0,047 

Da in den betrachteten Grenzen keine Abhängigkeit der maximalen GOS-Ausbeute von der 

Temperatur und dem pH-Wert auftritt, ist die Enzymstabilität zunächst das entscheidende 

Kriterium, das zur Festlegung der Betriebsparameter dient. Für die kontinuierliche Umsetzung 

muss die enzymatische Aktivität über einen möglichst langen Zeitraum erhalten bleiben. 

Entsprechend werden in den folgenden Versuchen Temperaturen von unter 35 °C und ein pH- 

Wert von 4,5 gewählt. 

5.2.4 GOS-Synthese aus Molke 

Die bisherigen Versuche zur GOS-Synthese mittels der β-Galactosidase aus A. oryzae wurden 

auf Basis von synthetischen Lactoselösungen durchgeführt. Im Folgenden wird nun eine 

Übertragung der GOS-Herstellung auf das Medium Molke erfolgen. Fischer und Kleinschmidt 

(2015) [238] untersuchen die GOS-Synthese auf Basis von Süßmolke (38 g/L 

Lactoseausgangskonzentration) mit einem Enzym aus K. lactis und stellen fest, dass der 

Biokatalysator seine Aktivität innerhalb von 30 Minuten verliert. Sie erreichen daher lediglich eine 

GOS-Ausbeute von 4,3 Gew.-%. Auf reiner Lactose werden im direkten Vergleich 10,93 Gew.-% 

GOS synthetisiert [238]. Unter Verwendung des Enzyms aus K. lactis ist entsprechend keine 

Übertragung der Oligosaccharidbildung auf Süßmolke möglich. Somit stellt sich an dieser Stelle 

die Frage, ob die GOS-Synthese auf Basis von Sauermolke (MP/MPK) mit Hilfe des in dieser 

Arbeit gewählten und charakterisierten Enzyms aus A. oryzae möglich ist. Hierbei gilt es 

insbesondere zu klären, inwieweit sich eine Konzentrierung der Molke auswirkt und ob die 

sonstigen Molkeninhaltsstoffe, mit Ausnahme von Lactose, einen Einfluss auf die GOS-Synthese 

ausüben. 

Hinsichtlich des generellen Reaktionsablaufs ergibt sich zunächst kein Unterschied zwischen 

dem Einsatz der zuvor untersuchten reinen Lactoselösung (Abbildung 5-14) im Vergleich zu MP 

(Abbildung 5-18). 

62




100 

80 

60 

40 

20 

0 

0 50 100 150 200 

Zeit [min] 

Abbildung 5-18: Zeitlicher Verlauf der Saccharidzusammensetzung während der GOS-Synthese aus MP 

(0,1 g/L β-Gal (gr.); 140 g/L Lactose; pH 4,45; 30 °C) 

Die maximal erreichbare Ausbeute an GOS liegt hier bei etwa 20 ± 0,106 Gew.-%. Die Synthese 

der Oligosaccharide aus MP ist somit möglich. Durch eine Erhöhung der Lactosestartkonzentration 

kann die Ausbeute an GOS gesteigert werden (Kapitel 2.3.2.2). Praktisch lässt sich 

dies durch die Konzentrierung von MP mittels NF (Kapitel 5.1) realisieren. Nachfolgend wird 

deshalb der zeitliche Verlauf der GOS-Ausbeute für MPK unterschiedlicher 

Konzentrierungsstufen (Abbildung 5-19, links) betrachtet. Die MPK weisen einen 

Ausgangslactosewert von 267 bzw. 386 g/L auf und entstammen einem Konzentrierungsversuch 

mittels NF. Vor dem Hintergrund einer weiteren Optimierung der GOS-Ausbeute werden die 

genannten MPK mit zusätzlicher Lactose bis zur Sättigung (533 g/L) versetzt (Abbildung 5-19, 

rechts). Hierbei soll untersucht werden, ob eine weitere Konzentrierung, sofern realisierbar, 

zweckmäßig erscheint. Ebenso soll das absolute Maximum der GOS-Ausbeute der β- 

Galactosidase identifiziert werden. 

Im Falle der Startkonzentration von 267 g/L Lactose beträgt die maximale GOS-Ausbeute 

24,26 Gew.-% (65 g/L) (Abbildung 5-19, links). Eine Konzentrierung auf 386 g/L mittels 

Nanofiltration erhöht die Ausbeute auf 26,10 Gew.-% (100 g/L). Beim Einsatz derselben 

Enzymmenge wird die maximale Ausbeute nach 60 bzw. 80 min Reaktionszeit erreicht. 

Anschließend erfolgt ein Abbau der GOS hin zu Monosacchariden, der bei geringeren 

Saccharidkonzentrationen, wie bereits in Kapitel 5.2.3 diskutiert, schneller voranschreitet. 

63




30 

MPK267 

MPK386 

30 

MPK267 + Lac 

MPK386 + Lac 

25 

25 

20 

20 

15 

15 

10 

10 

5 

5 

0 

0 50 100 150 

0 

0 100 200 300 

Zeit [min] 

Zeit [min] 

Abbildung 5-19: Zeitlicher Verlauf der GOS-Ausbeute aus MPK unterschiedlicher Konzentrierungsstufen 

mit Lactoseausgangskonzentrationen von 267 g/L bzw. 386 g/L (8 g/L β-Gal (fl.); 37 °C) (links) und für mit 

Lactose gesättigte MPK (8 g/L β-Gal (fl.); 533 g/L Lactose; 50 °C) (rechts) 

Aus Abbildung 5-18 lässt sich erkennen, dass auf Basis des in der Molkerei anfallenden MP 

(140 g/L Lactose) eine maximale Ausbeute an GOS im Batch-Versuch von 20,5 Gew.-% erzielt 

werden kann. Eine Konzentrierung der in der Sauermolke enthaltenen Lactose um den Faktor 

2,76 erbringt somit eine Steigerung der Ausbeute um 5,6 Prozentpunkte. Wesentlicher Vorteil der 

Konzentrierung ist, neben einer Entsalzung der Molke, die Reduzierung des Volumens. Pro Liter 

Molkenkonzentrat sind rund 70 g mehr GOS enthalten als in demselben Volumen ohne 

Konzentrierung. 

Anhand des zeitlichen Verlaufs der GOS-Ausbeute für die mit zusätzlicher Lactose versetzten 

MPK (Abbildung 5-19, rechts) können zwei Schlussfolgerungen gezogen werden. Zum einen 

bestehen weder hinsichtlich der Kinetik noch hinsichtlich der GOS-Ausbeute Unterschiede 

zwischen den beiden Ansätzen. Die Produktbildung ist damit lediglich von der Konzentration des 

gelösten Substrats abhängig. Unterschiede in der sonstigen Zusammensetzung (Salzgehalt und 

Milchsäure), die durch die Rückhaltecharakteristik des NF-Verfahrens und den Grad der 

Konzentrierung bestimmt wird, wirken sich in diesem Konzentrationsbereich nicht aus. Zum 

anderen ist, im Vergleich zu den vorherigen Ergebnissen (Abbildung 5-19, links), keine 

signifikante Steigerung der GOS-Ausbeute erkennbar. Trotz der Erhöhung der 

Lactosekonzentration um weitere 147 g/L werden maximale Werte von 27 ± 1,207 Gew.-% erzielt. 

Dieser Wert liegt im Vergleich lediglich um 0,9 Punkte höher als zuvor. Dieses Ergebnis deckt 

sich mit der Schlussfolgerung, die Torres et al. (2010) [104] in ihrem Review anhand einer 

Literaturstudie offenlegen. Im Bereich geringerer Lactosekonzentrationen bis 300 g/L ist eine 

proportionale Abhängigkeit zur GOS-Ausbeute erkennbar. Eine Erhöhung über die genannte 

Substratkonzentration hinaus wirkt sich jedoch nicht mehr aus. Mit Hilfe einer β-Galactosidase 

aus A. oryzae (Enzeco ® Fungal Lactase) erreichen Guerrero et al. (2014) [239] unter Einsatz 

64



einer 500 g/L Lactoselösung eine GOS-Ausbeute von 27 Gew.-%. Diese Angabe entspricht dem 

in dieser Arbeit maximal erreichten Wert. 

GOS-Synthese auf Basis reiner Lactose im Vergleich zu Molke 

Um eine bessere Bewertung der GOS-Synthese auf Basis von Molke im Vergleich zu reinen 

Lactoselösungen zu ermöglichen, sind in Abbildung 5-20 die maximal erreichbaren 

Oligosaccharidausbeute gegen die Ausgangskonzentration an Lactose für reine 

Lactoselösungen, Molke unterschiedlicher Konzentrierungsstufen (MP, MPK) sowie für zusätzlich 

mit Lactose versetztes MPK aufgetragen. 

Für beide Medien steigt die GOS-Ausbeute mit der Lactoseausgangskonzentration. Die 

dargestellten Resultate weisen hierbei jedoch auf eine höhere Produktausbeute beim Einsatz von 

Molke im Vergleich zu reiner Lactoselösung hin. Dieser Effekt scheint für höher konzentrierte 

MPK ausgeprägter. Auch Pocedicová et al. (2010) [133] ermitteln eine leicht erhöhte GOS- 

Ausbeute beim Einsatz eines Enzyms aus K. lactis auf Süßmolkenpermeat im Vergleich zu einer 

Lactosereferenzlösung (200 g/L). Demgegenüber erzielen Fischer und Kleinschmidt (2015) [238] 

ähnliche Ergebnisse beim Einsatz von Sauermolkenpulver im Vergleich zu reinen 

Lactoselösungen (200 g/L) durch ein Enzym aus A. oryzae. Die in dieser Arbeit durchgeführten 

Untersuchungen umfassen einen Bereich höherer Lactose- und Salzkonzentrationen. 

30 

Lactose MP bzw. MPK MPK + Lactose 

25 

20 

15 

10 

5 

0 

0 100 200 300 400 500 600 

Lactoseausgangskonzentration [g/L] 

Abbildung 5-20: Vergleich der GOS-Ausbeute in Abhängigkeit von der Ausgangslactosekonzentration für 

Lactoselösungen, MPK unterschiedlicher Konzentrierungsstufen sowie mit zusätzlicher Lactose versetztes 

MPK 

Die Ursache für das in Abbildung 5-20 dargestellte Ergebnis könnte in der komplexen 

Zusammensetzung der Molke begründet liegen. Proteine zeichnen sich durch eine dynamische 

65


makromolekulare Struktur aus, die durch nicht kovalente Wechselwirkungen zwischen den 

Aminosäureresten innerhalb der Polypeptidketten stabilisiert wird. Diese 3D-Struktur bestimmt 

die Aktivität des Biokatalysators und kann in Gegenwart eines Lösungsmittels sowohl durch 

externe hydrophobe als auch durch elektrostatische Wechselwirkungen beeinflusst werden. 

Insbesondere Salze spielen hier eine Rolle [240–242]. 

Verschiedene Autoren stellen speziell für β-Galactosidasen die Bedeutung der Struktur- 

Eigenschaftsbeziehungen heraus [243, 244]. So beschreiben Juers et al. (2012) [245] in ihrem 

Review, dass die Bindung des Substrats zunächst oberhalb der aktiven Stelle des Enzyms erfolgt, 

dieses dann jedoch tiefer in die molekulare Struktur gelangt, wo die eigentliche katalytische 

Reaktion stattfindet. Das aktive Zentrum von β-Galactosidasen besitzt hierbei eine 

Schlaufenform, die sowohl in einem offenen als auch in einem geschlossenen Zustand vorliegen 

kann. Die Dynamik wird durch hydrophobe und elektrostatische Wechselwirkungen zwischen den 

Aminosäureresten hervorgerufen. Eingriffe in diesen Mechanismus führen zu einer Veränderung 

der Substratspezifität, wodurch wiederum die Transgalactosylierungsreaktion gegenüber der 

Hydrolyse bevorzug katalysiert werden kann. Es ist nun anzunehmen, dass die Salze in der Molke 

mit bestimmten Aminosäuren des Enzyms in Wechselwirkung treten und so eine konformelle 

Änderung der makromolekularen Struktur hervorrufen, die den Bereich des aktiven Zentrums 

mitbetrifft. Hierdurch treten sterische Effekte ein, die den Kettenaufbau hin zu GOS begünstigen 

und/oder den Abbau derselben zu Monomeren benachteiligen. 

Charakterisierung der GOS aus Molke 

Eine nähere Charakterisierung der GOS-Fraktion kann mittels HPLC-FLD Analytik erfolgen. 

Diese Methode gibt Aufschluss über die Kettenlängenverteilung der Oligosaccharide und dient 

dem Vergleich mit anderen GOS-Präparaten. Die Struktur der GOS wird hierbei maßgeblich 

durch das eingesetzte Enzympräparat (hier: β-Galactosidase aus A. oryzae) bestimmt (siehe 

2.3.2.2) und steht im Kontext zu deren präbiotischer Wirkung [246–248]. Somit kann die 

Kettenlängenverteilung einen ersten Aufschluss über die Qualität der Saccharidfraktion geben. 

Proben von GOS-haltigem MPK (25 ± 1,1 Gew.-% GOS) werden nachfolgend analysiert. In 

Abbildung 5-21 ist die Zusammensetzung der Saccharidfraktion (Zuckerfraktion ohne Lactose, 

Glucose, Galactose) dargestellt. 

Neben Lactose finden sich in der Probe zwei weitere Disaccharide (2,1 ± 0,273 

bzw.17,0 ± 8,304 Gew.-%) wieder. Hierbei kann es sich um Galactobiose (Verbindung aus zwei 

Galactoseeinheiten) oder um Allolactose (β1-6 Verknüpfung von Glucose und Galactose) 

handeln [152]. 

66



80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

Di- Di- Tri- Tetra- Penta- 

Saccharide 

Abbildung 5-21: Zusammensetzung der Saccharidfraktion des GOS-haltigen MPK (ohne Lactose, Glucose 

und Galactose) 

Den Hauptanteil machen mit 60,4 ± 6,802 Gew.-% Trisaccharide aus, gefolgt von Tetra- 

(17,2 ± 1,394 Gew.-%) und Pentasacchariden (3,3 ± 0,360 Gew.-%). Höher polymerisierte GOS 

sind nicht nachweisbar. Bisherige Veröffentlichungen zur Zusammensetzung der durch eine β- 

Galactosidase aus A. oryzae synthetisierten GOS-Fraktion beziehen sich auf den Einsatz reiner 

Lactoselösungen, nicht jedoch auf konzentrierte Molke. In Übereinstimmung mit den in dieser 

Arbeit dargestellten Ergebnissen zeigt sich dennoch, dass auch auf Basis von reiner Lactose 

bevorzugt Trisaccharide synthetisiert werden [143, 249, 250]. Albayrak et al. (2002) [251] zeigen 

beispielsweise, dass der Einsatz eines Enzyms aus A. oryzae auf Lactose (400 g/L) eine GOS- 

Ausbeute von 27 Gew.-% hervorbringt, die zu 70 % aus Trisacchariden besteht. Tetra- und 

Pentasaccharide sind mit 25 bzw. 5 % in geringerem Maße vorhanden. Anhand des 

Chromatogramms (Abbildung 9-7 und Abbildung 9-8 im Anhang) wird deutlich, dass jedem 

Polymerisationsgrad mindestens drei Peaks zuzuordnen sind. Die zugehörigen Saccharide 

unterscheiden sich anhand der Verknüpfungsstellen zwischen den Monosacchariden (Kapitel 

2.3). Diese Komplexität der Zusammensetzung von GOS-Proben zeigt sich auch in der Literatur. 

Toba et al. (1985) [156] finden 15 Oligosaccharide in ihrer GOS-Fraktion, von denen drei Tri-, 

zwei Tetra- sowie ein Pentasaccharid strukturell identifiziert werden können. Urrutia et al. (2013) 

[152] weisen insgesamt sieben Trisaccharide sowie zwei Tetrasaccharide in ihrer GOS-Probe 

nach. Auch ihnen gelingt keine vollständige Strukturaufklärung. Die Beziehung zwischen der 

Zusammensetzung der GOS-Fraktion und ihrer präbiotischen Wirksamkeit wird in Kapitel 5.5.4 

näher betrachtet. 

67



Für das eingesetzte Enzympräparat wird ein Aktivitätsoptimum bei pH 4,5 und 55 °C ermittelt. 

Das Nebenprodukt der GOS-Synthese Galactose übt eine kompetitiv inhibierende Wirkung aus, 

während Calciumsalze als Molkeninhaltsstoffe die Aktivität stimulieren. Die Untersuchungen 

zeigen, dass eine langfristige Aktivität des Enzyms gewährleistet werden kann, sofern der pH- 

Wert des Mediums nicht unter 4,0 fällt. Es kann weiterhin gezeigt werden, dass sich die 

Halbwertszeit des Biokatalysators mit steigender Prozesstemperatur im Bereich von 30 - 60 °C 

verringert. Je nach angestrebter Verfahrensvariante ist somit eine Temperatur zu wählen, die 

entweder eine optimale Aktivität oder langfristige Stabilität des Enzyms gewährleistet. 

Die GOS-Ausbeute wird ausschließlich durch die Ausgangskonzentration der Lactose bestimmt. 

Im Bereich bis 400 g/L wird ein linearer Zusammenhang dieser Parameter aufgezeigt und eine 

maximale GOS-Ausbeute von 27 Gew.-% erzielt. Bei höheren Lactoseausgangskonzentrationen 

ist keine weitere lineare Ausbeutesteigerung mit zunehmender Konzentrierung messbar. Ein 

analoger Zusammenhang wird unter Einsatz von MP bzw. MPK unterschiedlicher 

Konzentrierungsstufen aufgezeigt. Ein Vergleich zwischen der GOS-Ausbeute aus MPK und 

synthetischen Lactoselösungen belegt, dass die Produktbildung bei gleicher Substratausgangskonzentration 

unter Verwendung des komplexen Mediums geringfügig höher ist. Zusätzlich 

entspricht die mittels β-Galactosidase aus A. oryzae synthetisierte GOS-Fraktion (MPK) einer 

ähnlichen Kettenlängenverteilung wie die der auf Basis von Lactose synthetisierten und in der 

Literatur charakterisierten GOS. Somit scheint die Zusammensetzung des MPK keinen großen 

Einfluss auf den Polymerisationsgrad auszuüben. 

5.3 Konzentrierung von Molke mit integrierter GOS-Synthese 

Nachdem die Vorbehandlung der Substratlösung mittels NF und die GOS-Synthese auf Basis 

des Molkenpermeatkonzentrats (MPK) erfolgreich realisiert wurden, sollen die folgenden 

Untersuchungen die Möglichkeit einer Verknüpfung beider Verfahrensschritte aufzeigen. Hierbei 

wird im Einzelnen untersucht, wie sich die simultane Konzentrierung der Reaktionslösung im 

Verlauf der Synthesereaktion auf die GOS-Bildung und die Zusammensetzung der Produktlösung 

auswirkt. Gleichzeitig soll die Rückhaltecharakteristik der Saccharide in Abhängigkeit von der 

Reaktionszeit analysiert werden, um das Potenzial der NF zur selektiven Ausschleusung 

unerwünschter Nebenprodukte im Verlauf der GOS-Synthese aufzuzeigen. Vor dem Hintergrund 

einer möglichen Übertragung der GOS-Synthese aus Molke in die industrielle Anwendung ist 

zudem eine Reduzierung von Verfahrensschritten im Sinne der Prozessintensivierung durch eine 

Einsparung von Apparaten und eine Verkürzung der Prozesszeit anzustreben. 

Grundvoraussetzung für eine Realisierung ist die Einhaltung der optimalen Verweilzeit für die 

GOS-Synthese bei gleichzeitigem Erreichen der maximalen Konzentrierung der Lösung mittels 

NF. Die Komplexität dieser Verfahrensoption ist bedingt durch die Abhängigkeit der 

verschiedenen Prozessparameter, deren Dynamik sowie deren gegenseitige Beeinflussung. Die 

68




Kinetik der GOS-Bildung sowie die Dauer der Konzentrierung werden einerseits durch die 

Enzymkonzentration andererseits durch die Leistung der Membran bestimmt, welche wiederum 

einen Einfluss aufeinander ausüben. Eine hohe Enzymkonzentration reduziert die Leistung der 

Filtration und eine geringe Leistung der Filtration verringert den Grad der Konzentrierung des 

Enzyms über die Zeit. Mit steigender Enzymkonzentration wird die optimale Verweilzeit für die 

GOS-Synthese minimiert, während sich die Dauer der Filtration durch eine geringe 

Membranleistung erhöht. 

Im hier beschriebenen Versuch wird die Sauermolke zunächst über 75 min hinweg bis auf einen 

Lactosegehalt von 324 g/L mittels NF vorkonzentriert (Kapitel 5.1.2). Das Enzym wird dann ohne 

Unterbrechung des Filtrationsprozesses direkt in den Vorlagetank der NF-Einheit gegeben. Eine 

Durchmischung des Reaktionsmediums erfolgt durch die Umwälzung über das Membranmodul. 

Mit Zugabe des Enzyms (t = 0 min) startet die Umsetzung der Lactose zu GOS, Glucose und 

Galactose. Gleichzeitig erfolgt eine fortlaufende Konzentrierung der Saccharide durch die 

Ausschleusung von Permeat über die NF-Membran (Abbildung 5-22). Der Versuch wird in 

Einzelbestimmung durchgeführt. 

GOS Lactose Glucose Galactose Permeatleistung 

100% 

9 

8 

80% 

7 

60% 

40% 

20% 

6 

5 

4 

3 

2 

0% 

0 5 35 85 115 155 225 

Zeit [min] 

1 

0 

Abbildung 5-22: Zusammensetzung der Saccharidfraktion im Konzentrat (Primärachse) und die 

Permeatleistung in Abhängigkeit von der Reaktions-/Filtrationszeit (Sekundärachse) (Plattenmodul; 

Membranfläche 9 m²; Membran Desal-5DK; TMP 70 – 80 bar; Umwälzung 1000 L/h; β-Gal (fl.) 800 g/200L) 

Die GOS-Ausbeute steigt zunächst kontinuierlich an und erreicht nach 85 Minuten einen 

stationären Wert von 25 - 26 Gew.-%. Der Anteil an Lactose sinkt demgegenüber stetig von 100 

bis auf 45 Gew.-% (225 min), während die Monosaccharide Glucose und Galactose Werte von 

69

Saccharide [g/L] 


bis zu 21 bzw. 10 Gew.-% erreichen. Der Permeatfluss reduziert sich durch die Konzentrierung 

annähernd linear von 9,4 auf 0 L/(m²·h). Die Zuckerfraktion besitzt letztlich nach 225 Minuten in 

Summe eine Konzentration von 421 g/L. 

Die eingesetzte NF-Membran Desal-5DK verfügt über einen MWCO von 150 - 300 Da. Sie ist 

somit selektiv permeabel für die Monosaccharide sowie niedermolekulare Molkeninhaltsstoffe. Im 

Verlauf der Filtration steigt die Konzentration von Glucose und Galactose im Retentat durch die 

Hydrolyse der anderen Saccharide an. Da der Rückhalt von Molekülen von deren 

Molekulargewicht und Konzentration beeinflusst wird, nimmt die Permeation der Monosaccharide 

mit der Reaktionszeit zu. Die Konzentration der Glucose im Permeat steigt hierbei bis auf 34 g/L 

an. Galactose erreicht einen Wert von 12 g/L (Abbildung 5-23). 

Diese Differenz ist auf die unterschiedlich hohen Konzentrationen im Retentat zurückzuführen. 

Zum Zeitpunkt t = 155 min betragen diese 89 g/L bzw. 36 g/L für Glucose bzw. Galactose. 

Aufgrund ihres Molekulargewichts (> 340 Da) werden Lactose (max. 1,4 g/L im Permeat) und 

GOS (max. 0,3 g/L im Permeat) nahezu vollständig von der Membran zurückgehalten. 

40 


30 

20 

10 

0 

0 50 100 150 

Zeit [min] 

Abbildung 5-23: Konzentrationen der einzelnen Saccharide im Permeat in Abhängigkeit von der 

Reaktionszeit (Plattenmodul; Membranfläche 9 m²; Membran Desal-5DK; TMP 70 - 80 bar; Umwälzung 

1000 L/h; β-Gal (fl.) 800 g/200L) 

Der Rückhalt der Komponenten als Quotient ihrer jeweiligen Konzentrationen im Permeat und 

Konzentrat ist in Tabelle 5-6 abgebildet. GOS und Lactose werden aufgrund ihres 

Molekulargewichts nahezu vollständig von der Membran zurückgehalten, während Glucose und 

Galactose mit dem Fortschritt der Reaktion und der damit einhergehenden 

Konzentrationszunahme in höherem Maße permeieren. Ihr Rückhalt liegt am Ende des Versuchs 

bei 58 bzw. 62 %. Somit ermöglicht diese Verfahrensoption eine selektive Ausschleusung 

70


unerwünschter Nebenprodukte und eine damit verbundene Aufreinigung der Produktlösung 

während der GOS-Synthese. 

Tabelle 5-6: Rückhalte 5 [%] der Saccharide im Verlauf der Reaktions-/Filtrationszeit 

Zeit [min] GOS [%] Lactose [%] Glucose [%] Galactose [%] 

5 100 99,77 94,44 91,71 

35 99,75 99,66 75,29 74,65 

85 99,84 99,68 69,44 73,10 

115 99,79 99,55 57,85 62,07 

Die Zusammensetzung des Konzentrats am Ende des Versuchs ist in Tabelle 5-7 dargestellt. Der 

Anteil der GOS an der Gesamtzuckerfraktion liegt mit 26,23 Gew.-% im Bereich der maximal 

erreichbaren Ausbeute vorangegangener Batch-Versuche (Abbildung 5-20). 

Tabelle 5-7: Zusammensetzung des GOS-haltigen MPK nach der simultanen Konzentrierung und GOS- 

Synthesereaktion 

GOS Lactose Glucose Galactose 

Konzentration [g/L] 108,25 188,38 88,85 36,04 

Saccharide [Gew.-%] 26,23 45,64 19,11 9,02 

Die erfolgreiche Integration der enzymatischen Umsetzung in den Konzentrierungsschritt hat den 

Vorteil, dass kein separater Rührkessel mit einhergehenden Peripherie-Apparaturen zur 

Durchführung der Reaktion im Anschluss an die Molkenkonzentrierung benötigt wird. Ebenso 

reduziert sich die Prozesszeit im Falle eines Batch-Verfahrens. Ein zusätzlich erwünschter 

Nebeneffekt ist die Abtrennung von Monosacchariden aus der Produktfraktion. Eine partielle 

Aufreinigung erfolgt somit ebenfalls bei der vorgestellten integrierten Verfahrensvariante. 

Insbesondere eine Abtrennung der Galactose sollte sich stimulierend auf die Aktivität des Enzyms 

auswirken, da diese durch das Monosaccharid gehemmt wird (Kapitel 5.2). 

5.4 GOS-Synthese im Membranbioreaktor 

An dieser Stelle wird die Mehrfachnutzung der Enzyme durch deren Wiedergewinnung über eine 

UF-Einheit untersucht. Zu diesem Zweck werden zwei Verfahrensmodi unter Einsatz einer 

Membraneinheit (Recycle-Batch- und kontinuierliches Verfahren) mit der bereits betrachteten 

5 

In Abweichung zu Gleichung 6: R = (1 - 

c Permeat 

c Konzentrat 

) ∙ 100 % 

71


GOS-Synthese im Batch verglichen. Voraussetzungen, Prozessparameter und die Grenzen der 

beiden Verfahren werden experimentell ermittelt. Hierzu wird im Folgenden zunächst der 

generelle Einsatz der UF zur Enzymwiedergewinnung analysiert. Anschließend werden die 

Verfahrensmodi auf Basis des Mediums MP im Labormaßstab charakterisiert und die Möglichkeit 

der Enzymwiedergewinnung unter Einsatz von MPK validiert. 

5.4.1 Ultrafiltration zur Enzymwiedergewinnung 

Im Vorfeld der Versuche muss zunächst die Kompatibilität der Membran und des Enzyms validiert 

werden. In den Versuchen von Chockchaisawasdee (2004) [167] zur Abtrennung einer β- 

Galactosidase (Maxilact ® L2000) mittels UF zeigt sich beispielsweise, dass der Biokatalysator 

innerhalb von 4 Stunden 40 % seiner Aktivität verliert. Die Adsorption der Proteine an der 

Membranoberfläche bedingt den Aktivitätsverlust derselben sowie ein exzessives Fouling und 

den damit einhergehenden Leistungsabfall der Trenneinheit. Trotz wiederholter Reinigungszyklen 

im Anschluss an den Versuch kann die ursprüngliche Permeatleistung nicht 

wiederhergestellt werden [167]. Protein-Protein- sowie Protein-Membran-Wechselwirkungen 

hängen von den physikalisch-chemischen Eigenschaften der Feedlösung und der 

Membranoberfläche ab [252]. Vorrangig ist an dieser Stelle der pH-Wert zu nennen. Fouling tritt 

insbesondere dann auf, wenn der pH-Wert der Feedlösung dem isoelektrischen Punkt der 

Proteine (Enzyme) entspricht. Proteine agglomerieren bevorzugt, wenn sie eine neutrale 

Nettoladung tragen. Zudem bilden sie in diesem Fall eine dichtere Foulingschicht an der 

Oberfläche von Membranen aus [252]. Die statische Adsorption von Proteinen steigt mit der 

Verringerung des hydrophoben Charakters der Membranen. Dies ist auf die bevorzugte 

Adsorption von Wassermolekülen anstelle von Proteinen an hydrophilen Oberflächen 

zurückzuführen. Adsorptionsbedingtes Fouling allein kann eine bis zu 90 %ige Verringerung der 

Permeabilität von Membranen bewirken. Neben hydrophoben Wechselwirkungen spielen 

ebenfalls elektrostatische Wechselwirkungen zwischen den Proteinen und der 

Membranoberfläche eine Rolle [253]. 

Das in dieser Arbeit eingesetzte Enzym aus A. oryzae besitzt einen isoelektrischen Punkt bei pH 

4,6 [254]. Dieser liegt damit im pH-Wert Bereich des MP und MPK, wodurch das Fouling der UF- 

Membran begünstigt wird. Um die Wechselwirkung zwischen Membran und Enzym möglichst 

gering zu halten, wird in dieser Arbeit für die Laborversuche eine hydrophilisierte PESU-UF 

gewählt und die Kompatibilität zum Enzym zunächst über eine Aktivitätsmessung mittels oNPG- 

Assay untersucht. Die Ergebnisse zeigen hierbei keinerlei Beeinträchtigungen der Enzymstabilität 

gegenüber der Trenneinheit über einen Zeitraum von 5 Stunden. 

Der Rückhalt des Enzyms durch die eingesetzte Membran wird über Aktivitätsmessungen im 

Permeat sichergestellt. Das Molekulargewicht der GOS nimmt mit dem Polymerisationsgrad von 

342 Da (Disaccharid) bis maximal 1315 Da (Octasaccharid) zu [106]. Somit ist selbst bei den 

längerkettigen Sacchariden nicht mit einem Rückhalt durch die 10 kDa Membran zu rechnen. 

72



Bisher wird die GOS-Synthese, insbesondere diejenige mit Enzymwiedergewinnung, in der 

Literatur für synthetische Lactoselösungen betrachtet. Ein Wechsel des Mediums kann sich 

jedoch deutlich auf die Filtration auswirken. Nachfolgend (Abbildung 5-24) ist deshalb die 

Permeatleistung der UF-Einheit in Abhängigkeit vom eingesetzten Medium, von der 

Enzymkonzentration und dem transmembranen Druck (TMP) dargestellt. 

Bei der UF handelt es sich um eine Porenmembran. Porengröße und -verteilung bestimmen die 

Lage des Trennschnitts, da der Stofftransport fast ausschließlich konvektiv erfolgt. Nach einer 

Einlaufphase, die durch den Aufbau einer Deckschicht auf der Membran charakterisiert ist, stellt 

sich im Crossflow Betrieb ein stationärer Zustand ein. Ein Rücktransport abgelagerter Partikel 

kann diffusiv durch die Konzentrationserhöhung an der Membranoberfläche oder 

hydrodynamisch infolge der durch Geschwindigkeitsgradienten hervorgerufenen Scherkraft 

getrieben sein. Der Permeatfluss im Gleichgewichtszustand steigt mit der Temperatur sowie der 

Überströmung, fällt jedoch mit Erhöhung der Feedkonzentration [170]. 

50 

45 

40 

35 

30 

25 

20 

15 

10 

5 

0 

0 50 100 

Zeit [min] 

200 g/L Lactose; 0,1 g/L 

Enzym; 2 bar 


Enzym; 2 bar 

Molkenpermeat; 0,1 g/L 

Enzym; 2 bar 


Enzym; 0,5 bar 


Enzym; 0,5 bar 

Abbildung 5-24: Permeatleistung der Labor-UF in Abhängigkeit vom eingesetzten Medium, von der 

Enzymkonzentration und dem Druck (UF-Kassette; Membranfläche 0,02 m²; Membran PESU 10 kDa; 

Umwälzung 200 mL/min; β-Gal (gr.); pH 4,5; Raumtemperatur) 

Erwartungsgemäß steigt in den durchgeführten Experimenten die Membranleistung mit der 

aufgebrachten transmembranen Druckdifferenz. Während der Permeatfluss der Lactoselösungen 

bei 2 bar zu Beginn bei 50 L/(m²·h) liegt, reduziert sich dieser auf 20 L/(m²·h) bei 0,5 bar. Die 

Zunahme der Enzymkonzentration von 0,1 auf 0,4 g/L reduziert den Fluss demgegenüber nur in 

geringerem Maße. Gleichzeitig wirkt sich diese bei hohem Druck stärker aus als bei niedrigem. 

73


Grund dafür könnte die Deckschicht sein, die bei höheren Drücken stärker kompaktiert wird und 

sich entsprechend deutlicher auswirkt. Der Permeatfluss beim Einsatz von MP ist im Vergleich 

zum Fluss der Lactoselösung bei gleicher transmembraner Druckdifferenz und gleicher 

Enzymkonzentration deutlich geringer. Beim Einsatz von Sauermolkenpermeat (MP) muss 

gegenüber reinen Lactoselösungen die komplexe Zusammensetzung des Substrats beachtet 

werden. Da die zu erwartende Permeatleistung geringer ist, müssen die Membranmodule 

entsprechend größer dimensioniert werden. 

5.4.2 Verfahrensmodi 

Bisher wird die GOS-Synthese in dieser Arbeit lediglich im Rührkesselreaktor im Batch betrachtet, 

das heißt unter einmaliger Verwendung des Biokatalysators. Eine Kopplung des Reaktors mit 

einer Ultrafiltrationseinheit könnte die Wiedergewinnung der Enzyme und deren mehrmaligen 

Einsatz erlauben. Als Grundlage für die weiteren Untersuchungen dient die Reaktionskinetik aus 

Abbildung 5-18. Aus dieser geht hervor, dass das GOS-Optimum unter den eingestellten 

Versuchsbedingungen innerhalb von 30 bis 120 min Reaktionszeit erreicht ist. Innerhalb dieser 

Zeitspanne müssen entsprechend eine Abtrennung der Enzyme und der damit einhergehende 

Abbruch der Reaktion erfolgen. Die Kombination von Rührkesselreaktor und UF-Einheit bietet 

zwei mögliche Verfahrensvarianten: den Recycle-Batch-Betrieb und die kontinuierliche 

Fahrweise. 

Recycle-Batch 

Im Recycle-Batch-Betrieb wird die enzymatische Reaktion zunächst im Rührkesselreaktor 

durchgeführt. Anders als beim klassischen Batch-Betrieb wird die Reaktion nicht durch eine 

Inaktivierung des Biokatalysators, sondern durch dessen Abtrennung beendet. Die Enzyme 

werden durch die Membran im Reaktor zurückgehalten, während die Produktmischung als 

Permeat das System verlässt. Dabei erfolgt eine Konzentrierung des Biokatalysators im 

Reaktionsvolumen bis dieses (idealerweise) dem Totvolumen der Anlage entspricht. 

Anschließend wird das Totvolumen um frische Substratlösung ergänzt, sodass das ursprüngliche 

Reaktionsvolumen für den nächsten Batch zu Verfügung steht (Abbildung 5-25). Das Totvolumen 

der Anlage umfasst hierbei das freie Volumen im Filtrationsmodul sowie dasjenige in den feedbzw. 

konzentratseitigen Schläuchen der Membrananlage. Um ein Einpumpen von Luft in die 

Filtrationseinheit zu verhindern, werden die Batch-Versuche jeweils beendet, sobald kein 

Feedvolumen mehr im Vorlagegefäß vorliegt. Das verbleibende Totvolumen in der Anlage 

gelangt somit in den nächsten Versuchsdurchlauf. 

Eine entsprechende Verdünnung der Lactosekonzentration im nächsten Batch sowie die 

Anwesenheit von Mono- und Galactooligosacchariden in der Ausgangslösung sind bei dieser 

Prozessführung unvermeidbar. Durch die relative Erhöhung des Reaktionsvolumens lässt sich 

der Einfluss des Totvolumens reduzieren. Gleichzeitig erhöht sich mit dem Volumen jedoch auch 

die Zeit, die zur Abtrennung der Enzyme mittels UF zur Beendung der Reaktion erforderlich ist. 

74


Entsprechend stellt die relative Erhöhung der Membranfläche einen weiteren Ansatzpunkt dar. 

Allgemein muss demnach bei der Planung des Recycle-Batch-Versuchs das maximale 

Reaktionsvolumen gewählt werden, welches gemäß des erwarteten Permeatflusses innerhalb 

des zeitlichen GOS-Optimums durch die UF gefiltert werden kann. 

Abbildung 5-25: Recycle-Batch-Betrieb 

Das zeitliche GOS-Optimum und die Leistung der Membran hängen hierbei von der eingesetzten 

Enzymkonzentration ab. Mit steigender Katalysatormenge steigt die Reaktionsgeschwindigkeit 

(Abbildung 5-15), während die Leistung der Membran sinkt (Abbildung 5-24). Vor diesem 

Hintergrund sollte entsprechend eine minimale Enzymmenge gewählt werden, die dennoch eine 

zweckmäßige Raum-Zeit-Ausbeute erlaubt. Im Vorfeld der eigentlichen Recycle-Batch-Versuche 

werden deshalb die Verweilzeiten unterschiedlicher Volumina in Abhängigkeit von der 

eingesetzten Enzymkonzentration und dem Prozessparameter Druck bestimmt. Ein Abgleich der 

Filtrationszeiten mit der Kinetik der GOS-Bildung ermöglicht die Wahl geeigneter Parameter 

(Tabelle 5-8). Gewählt wird eine Enzymkonzentration von 0,1 g/L (gr.) (Abbildung 5-18) in einem 

Reaktionsvolumen von 250 mL. Nach einer Vorlaufzeit von 45 min wird die Filtration bei 2 bar 

transmembraner Druckdifferenz gestartet. Abzüglich des Totvolumens der Anlage werden ca. 

180 mL filtriert. 

Trotz dieser Abschätzung ist eine genaue Vorhersage der Reaktionskinetik im Vorfeld kaum 

möglich. Die Umsetzungsrate hängt von der Enzymkonzentration ab (Kapitel 5.2.3), welche 

wiederum in Abhängigkeit von der Membranleistung zeitlich variabel ist. Ebenso kann die 

Leistung der Membran durch die Konzentrierung und ein mögliches Fouling mit beeinflusst 

werden. 

75



Tabelle 5-8: Verweilzeit verschiedener MP Volumina (UF-Kassette; Membranfläche 0,02 m²; Membran 

PESU 10 kDa; TMP 2 bar; Umwälzung 200 mL/min; β-Gal (gr.) 0,1 g/L; pH 4,4; Raumtemperatur) 

Volumen [mL] 100 170 250 300 

Verweilzeit [min] 31,5 53,6 78,8 94,6 

Im Batch-Betrieb liegt der maximal zu erreichende GOS-Anteil beim Einsatz von MP bei 

20,45 ± 0,106 Gew.-% (Abbildung 5-18). Im Recycle-Batch-Betrieb kann im ersten Batch eine 

maximale GOS-Ausbeute von 18,32 ± 0,121 Gew.-% erreicht werden (Abbildung 5-26). Die 

Abweichung resultiert aus der minutengenauen Inaktivierung des Enzyms im Batch-Betrieb durch 

Erhitzen und der demgegenüber länger andauernden UF mit der einhergehenden Erhöhung der 

Reaktionsgeschwindigkeit durch das Aufkonzentrieren der Enzyme sowie der genannten 

Verdünnung der Substratlösung durch das Totvolumen. Die GOS-Ausbeute reduziert sich in den 

darauffolgenden Durchläufen bis auf 16,46 ± 0,126 Gew.-%. Ein Grund könnte der Leistungsabfall 

der Membran und die damit einhergehende Erhöhung der Filtrationszeit sein. 

GOS Lactose Gucose Galactose 

100% 

80% 

9,12 6,04 6,28 6,45 

16,85 

12,70 12,28 12,36 

60% 

40% 

53,58 62,93 64,70 64,73 

20% 

0% 

20,45 18,32 16,74 16,46 

Batch 

Recycle Batch 

1 

Recycle Batch 

2 

Recycle Batch 

3 

Abbildung 5-26: Zusammensetzung der Saccharidfraktion in den Recycle-Batch-Versuchen auf Basis von 

MP mit 135 g/L Lactoseausgangskonzentration im Vergleich zum Batch-Versuch (Recycle-Batch-Versuche: 

UF-Kassette; Membranfläche 0,02 m²; Membran PESU 10 kDa; TMP 2 bar; Umwälzung 200 mL/min; β-Gal 

(gr.) 0,1 g/L; pH 4,4; Raumtemperatur; Ergebnisse des Batch-Versuchs aus Abbildung 5-18); aufgrund der 

Rundung der Werte können die Saccharidsummen von 100 Gew.-% abweichen 

76



So liegt der Fluss des ersten Recycle-Batch-Versuchs im Mittel bei 8,60 ± 1,03 L/(m²·h). In den 

darauffolgenden Durchgängen reduziert sich dieser von 6,98 ± 1,40 auf letztlich 

5,83 ± 0,63 L/(m²·h). Somit sinkt die Permeatleistung um 32 %. Pocedicová et al. (2010) [133] 

betonen in ihrer Veröffentlichung die Bedeutung der Membranleistung. Aufgrund des geringen 

Permeatflusses gelingt die Einhaltung der benötigten Verweilzeit zur Gewährleistung der 

optimalen GOS-Ausbeute bei einigen Versuchen nicht. 

Ein anderer Ansatz könnte der Einsatz eines flüssigen Enzympräparats sein. Der Permeatfluss 

wird wesentlich durch Partikel beeinflusst, deren Durchmesser über dem MWCO der UF- 

Membran liegen. Das verwendete MP sollte lediglich Partikel enthalten, die kleiner als 10 kDa 

sind. Entsprechend stammen die Partikel, die wesentlich zur Ausbildung der Deckschicht und zur 

Verblockung der Membran während des GOS-Syntheseprozesses beitragen, aus dem 

Enzympräparat. Neben dem Enzym selbst, dessen Rückhalt erwünscht ist, können der 

Trägerstoff des festen oder das Glycerin des flüssigen Präparats Auswirkung auf den 

Permeatvolumenstrom haben. Im Abbildung 9-9 im Anhang ist die GOS-Bildung auf Basis von 

MP durch beide Präparate im Vergleich dargestellt. Es zeigen sich keine Unterschiede 

hinsichtlich der Kinetik und der gebildeten absoluten GOS-Menge. Allerdings muss beachtet 

werden, dass das Produkt in Pulverform pro g Präparat 20-mal mehr aktives Enzym als das 

flüssige Produkt enthält. Ein direkter Vergleich der Membranleistung in Abhängigkeit vom 

eingesetzten Enzympräparat (gelöst im Puffer) zeigt, dass im Falle des festen Präparats die 

Ausbildung einer Deckschicht zur Abnahme der Membranleistung führt (Abbildung 5-27). 

45 

0,2 g/L (fl.) 4 g/L (fl.) 8 g/L (fl.) 0,4 g/L (gr.) 

40 

35 

30 

25 

20 

15 

10 

5 

0 

0 5 10 15 20 25 30 35 

Zeit [min] 

Abbildung 5-27: Permeatleistung in Abhängigkeit vom eingesetzten Enzympräparat und dessen 

Konzentration (UF-Kassette; Membranfläche 0,02 m²; Membran PESU 10 kDa; TMP 0,5 bar; Umwälzung 

200 mL/min; β-Gal (gr.) 0,4 g/L; β-Gal (fl.) 0,2, 4, 8 g/L im Puffer pH 4,5 gelöst; Raumtemperatur) 

77



Der Trägerstoff des Biokatalysators trägt wesentlich zur Verblockung der Membran bei. Sofern 

ein Prozess unter Einsatz der UF zur Biokatalysatorwiedergewinnung eingesetzt werden soll, 

empfiehlt sich entsprechend der Einsatz des flüssigen Enzympräparats. Ergänzend wird der 

Recycle-Batch-Versuch zur Herstellung von GOS auf Basis von MP unter den selben 

Bedingungen wie zuvor (Abbildung 5-26) wiederholt. In Abbildung 5-28 sind die Ergebnisse 

dieses Versuchs dargestellt. Die Werte bleiben im Mittel konstant auf einem Niveau von 

18,47 ± 0,602 Gew.-%. 


100% 

80% 

9,12 

16,85 

4,83 5,25 6,39 6,96 

11,15 11,85 12,98 13,80 

60% 

53,58 66,27 64,61 61,96 60,06 

40% 

20% 

20,45 17,75 18,29 18,67 19,18 

0% 

Batch 

Recycle Batch 

1 

Recycle Batch 

2 

Recycle Batch 

3 

Recycle Batch 

4 


MP mit 135 g/L Lactoseausgangskonzentration im Vergleich zum Batch-Versuch (Recycle-Batch-Versuche: 

UF-Kassette; Membranfläche 0,02 m²; Membran PESU 10 kDa; TMP 2 bar; Umwälzung 200 mL/min; β-Gal 

(fl.) 2 g/L; pH 4,4; Raumtemperatur; Ergebnisse des Recycle-Batch-Versuchs aus Abbildung 5-18); aufgrund 

der Rundung der Werte können die Saccharidsummen von 100 Gew.-% abweichen 

Die Membranleistung liegt im ersten der vier aufeinander folgenden Batch-Durchgänge im Mittel 

bei 27,49 ± 4,46 L/(m²·h) und damit um 31 % höher als unter Einsatz des pulverförmigen 

Enzympräparats. Bis zum dritten Batch reduziert sich der Fluss im Mittel auf 19,86 ± 2,71 und bis 

zum letzten Ansatz auf 17,16 ± 5,01 L/(m²·h). Somit beträgt die Flussabnahme 28 % bzw. 

insgesamt fast 38 %. Der Einsatz des flüssigen Präparats stellt damit zwar zunächst eine 

Optimierung der GOS-Synthese unter Einsatz einer UF-Einheit dar, jedoch ist auch hier ein 

Fouling der Membran erkennbar. Dies kann letztlich auf die Beeinflussung des Enzyms durch den 

pH-Wert des Mediums zurückgeführt werden. Da der isoelektrische Punkt der β-Galactosidase 

78


aus A. oryzae im pH-Wert Bereich des MP liegt, werden Protein-Protein sowie Protein-Membran 

Wechselwirkungen und letztlich das Fouling begünstigt. Ein kontinuierlicher Betrieb über die 

betrachtete Batch-Anzahl hinaus kann nur unter Aufrechterhaltung der Membranleistung realisiert 

werden. Andernfalls ist auch hier mit einem Ausbeuteverlust der GOS zu rechnen. 

Die Konzentration der GOS ist beim Recycle-Batch-Verfahren generell zwar geringer als im 

Batch-Versuch, jedoch liegt der klare Vorteil der Enzymwiedergewinnung laut 

Chockchaisawasdee (2004) und Pocedicová et al. (2010) in der erreichbaren Produktivität, das 

heißt der Masse an synthetisierten GOS bezogen auf die eingesetzte Masse an Enzym [133, 

167]. Eine Abschätzung der Produktivität erfolgt deshalb in Tabelle 9-20 im Anhang. Im Batch 

werden in dieser Arbeit unter Einsatz von MP 14,32 gGOS/gEnzym innerhalb von 45 min synthetisiert 

(19,09 gGOS/(gEnzym·h)). Im Laborversuch zum Recycle-Batch-Verfahren werden pro Batch im 

Vergleich 9,30 gGOS/gEnzym in 77 min produziert (7,25 gGOS/(gEnzym·h)). Nach vier Batch- 

Durchläufen wird eine Produktivität von 37,2 gGOS/gEnzym erreicht. Unter der Annahme, dass der 

Biokatalysator bei Raumtemperatur und pH 4,5 innerhalb von 10 Tagen keine Aktivität verliert 

(Abbildung 5-11), könnten theoretisch 187 Batch-Durchläufe (Labormaßstab) ohne Enzymnachdosierung 

gefahren werden. Hierdurch könnten somit 870 g GOS unter Einsatz von 0,5 g 

Enzym synthetisiert werden (1,74 kgGOS/gEnzym). Die pro Zeiteinheit gerechnete Produktivität (in 

gGOS/(gEnzym·h)) eines Reaktors im Batch-Betrieb hängt wesentlich von den Rüstzeiten ab [196]. 

Diese werden in obiger Kalkulation nicht berücksichtigt. Eine Optimierung des Recycle-Batch- 

Verfahrens ist insbesondere über eine Erhöhung der Membranleistung möglich. 

Kontinuierlicher Betrieb 

Beim kontinuierlichen Rührkessel werden die Enzyme ebenso mittels Membran im Reaktor 

immobilisiert. Anders als beim Recycle-Batch-Betrieb wird der Füllstand des Reaktionsgefäßes 

hierbei konstant gehalten. Permeat- und Feedstrom werden entsprechend aufeinander 

abgestimmt (Abbildung 5-29). Es herrscht somit ein Fließgleichgewicht. In Analogie zum idealen 

Batchreaktor existieren keine Gradienten innerhalb des Reaktors. Letztlich arbeitet dieser unter 

Austrittsbedingungen. Die Bedingungen am Ausfluss entsprechen denen innerhalb des 

Behälters. 

Für den kontinuierlichen Betrieb ist eine genaue Einstellung und Steuerung des 

Permeatvolumenstroms und damit der Verweilzeit des Reaktionsvolumens im Enzymbioreaktor 

erforderlich. Entsprechend muss die Membranleistung für die verwendeten Medien in 

Abhängigkeit von den Betriebsparametern bekannt sein. 

79


Substrat 

β-Gal 

UF 

β-Gal freies 

Produkt 

β-Gal + 

Produkt 

Abbildung 5-29: Kontinuierliche Betriebsweise 

Die Verweilzeit kann einerseits über das vorgelegte Volumen im Reaktor, andererseits über die 

Parameter der UF, insbesondere den Druck, gesteuert werden. Vor dem Hintergrund der 

Vergleichbarkeit wird auch für die nachfolgenden Versuche eine Enzymkonzentration von 0,1 g/L 

(gr.) gewählt. Es werden zwei Verweilzeiten untersucht, die beide im Bereich des zeitlichen GOS- 

Optimums liegen und über den Druck (2 bar bzw. 0,5 bar) der Filtrationseinheit gesteuert werden. 

Es werden 170 mL MP eingesetzt. Die Aufnahme der Messdaten erfolgt, nachdem sich ein 

stationärer Zustand eingestellt hat. 

Im Verlauf der Filtration ist ein Leistungsabfall über der Zeit auch beim kontinuierlichen Betrieb, 

ähnlich wie bei den Recycle-Batch-Versuchen bemerkbar, obgleich keine Konzentrierung der 

Enzyme erfolgt. So nimmt der Fluss bei 2 bar von 8 auf 5 L/(m²·h) bzw. bei 0,5 bar von 5 auf 

4 L/(m²·h) ab. Die Verweilzeit für 170 mL steigt entsprechend von 60 auf 100 min bzw. von 100 

auf 130 min. Die kontinuierliche Umsetzung von Lactose aus Molke resultiert dennoch in einer 

nahezu stationären Zusammensetzung der Produktmischung, die einen GOS-Anteil von 

16,1 ± 0,306 (Abbildung 5-30, rechts, 2 bar) bzw. 16,6 ± 0,06 Gew.-% (Abbildung 5-30, links, 

0,5 bar) enthält. Sofern eine geringe Enzymkonzentration eingesetzt wird und ein entsprechend 

breites zeitliches GOS-Optimum vorliegt, sind die genannten Leistungsschwankungen der 

Membran somit zu vernachlässigen. Der Lactoseanteil ist mit 69,19 ± 0,57 Gew.-% im Falle der 

geringeren Verweilzeit (kontinuierlicher Betrieb bei 2 bar) höher als beim kontinuierlichen Betrieb 

bei 0,5 bar (63,13 ± 0,74 Gew.-%). Die Anteile an Glucose und Galactose erhöhen sich um 3 und 

2,5 Prozentpunkte durch die Erhöhung der Verweilzeit bei geringeren Drücken. Somit 

begünstigen hohe Verweilzeiten die Umsetzung des Substrats zu den Monosacchariden. 

80




100 

GOS 

Glucose 

Lactose 

Galactose 

100 

GOS 

Glucose 

Lactose 

Galactose 

80 

80 

60 

60 

40 

40 

20 

20 

0 

0 50 100 150 

Zeit [min] 

0 

0 50 100 150 

Zeit [min] 

Abbildung 5-30: Zusammensetzung der Saccharidfraktion im kontinuierlichen Betrieb auf Basis von MP mit 

134 g/L Lactoseausgangskonzentration bei 0,5 bar (links) und 2 bar (rechts) (UF-Kassette; Membranfläche 

0,02 m²; Membran PESU 10 kDa; Umwälzung 200 mL/min; β-Gal (gr.) 0,1 g/L; pH 4,3; Raumtemperatur) 

Anders als beim Recycle-Batch-Betrieb zeigt sich an dieser Stelle im Vergleich zum Batch- 

Verfahren eine deutlich geringere GOS-Ausbeute. Dies ist der Tatsache geschuldet, dass im 

stationären Betriebszustand innerhalb des Rührkessels eine Saccharidzusammensetzung 

vorliegt, die der Produktzusammensetzung am Auslauf entspricht. Diese ist sowohl zeit- als auch 

ortsunabhängig. Die zudosierte Lactose im MP wird direkt am Eingang zum Reaktor mit dem 

gesamten Reaktionsvolumen vermischt. Somit ist die effektive Konzentration der Lactose im 

Rührkessel geringer. Gleichzeitig kann, anders als im Batch-Betrieb, nur eine mittlere Verweilzeit 

im System eingehalten werden. 

Trotz der geringeren GOS-Ausbeute kann diese Verfahrensweise gegenüber dem Batch von 

Vorteil sein. So verlassen beim kontinuierlichen Betrieb 6,63 gGOS/(gEnzym·h) das System über das 

Permeat der UF. Nach 10-tägigem kontinuierlichem Betrieb im Labormaßstab kann theoretisch 

eine GOS-Menge von 540 g unter Einsatz von 0,34 g Enzym (1,59 kgGOS/gEnzym) synthetisiert 

werden (Anhang S. 160). 

5.4.3 GOS-Synthese aus konzentrierter Molke im Membranbioreaktor 

Im vorangegangenen Kapitel werden die Möglichkeiten zum Einsatz der UF für die 

Enzymwiedergewinnung vorgestellt und grundlegende Zusammenhänge am Beispiel der GOS- 

Synthese auf Basis von MP erörtert. Nachfolgend soll der Einsatz der UF im technischen und 

damit in einem deutlich größeren Maßstab als bisher (Kapitel 5.4.2) unter Einsatz von MPK 

erprobt werden. Hierzu wird, wie unter 4.3.2 beschrieben, ein Plattenmodul mit 185 Filtertaschen 

eingesetzt. Die Modulkonfiguration ist strömungsoptimiert und bietet die Möglichkeit Feedströme 

mit hohem TS-Wert zu behandeln. Die Einstellung einer hinreichend hohen Filtrationsleistung 

81



beim Einsatz von MPK konnte in der Laborfiltrationsanlage nicht erreicht werden. Die 

nachfolgenden Versuche werden aufgrund des benötigten Materialeinsatzes und der 

entstehenden Kosten lediglich in Einzelbestimmung durchgeführt. 

Zu Beginn wird die Permeatleistung der UF in Abhängigkeit von der eingesetzten 

Enzymkonzentration bestimmt, um Filtrationszeiten abschätzen zu können. Hierzu werden je 

300 L MPK derselben Charge (40,2 % TS) mit 1, 3 bzw. 8 g/L Enzym versetzt. Nach einer 

Einwirkzeit von 8 h, 2 h 40 min bzw. 1 h wird die Filtration gestartet. Anhand von Abbildung 5-31 

ist zu erkennen, dass das Enzym im betrachteten Konzentrationsbereich keinen Einfluss auf die 

Permeatleistung ausübt. 

6 

1 g/L 3 g/L 8 g/L 

4 

2 

0 

0 20 40 60 80 100 

Zeit [min] 

Abbildung 5-31: Einfluss der Enzymkonzentration (fl.) auf die Permeatleistung der UF bei der Filtration von 

MPK (Plattenmodul; Membranfläche 20 m²; Membran UP010; TMP 3,2 bar; Umwälzung 1900 L/h; 

25 – 30 °C) 

Dieser Umstand widerspricht den Ergebnissen aus Abbildung 5-27. Ursache hierfür kann die 

strömungsoptimierte Konstruktion des Platten-UF-Moduls oder der Wechsel des Mediums sein. 

Das zuvor beobachtete Fouling der UF-Membran wird wahrscheinlich maßgeblich durch den pH- 

Wert des Mediums bestimmt, da dieser dem isoelektrischen Punkt des eingesetzten Enzyms 

entspricht. Die stationäre Permeatleistung unter Einsatz von MPK könnte auf den Salzgehalt des 

Mediums zurückgeführt werden. Das MPK zeichnet sich durch einen deutlich höheren Salzgehalt 

als das zuvor eingesetzte MP aus. Möckel et al. (1999) [253] weisen nach, dass die Ionenstärke 

des Mediums in den pH-Wert Bereichen unter- und oberhalb des isoelektrischen Punktes eine 

erhöhte statische Adsorption der Proteine an der Membran bewirkt. Zurückzuführen ist dies auf 

die Abschirmung der elektrostatischen Ladungen an der Membran (z. B. COOH - - oder SO3 - - 

Gruppen) und denjenigen geladener funktioneller Gruppen des Proteins. Am isoelektrischen 

82




Punkt kehrt sich dieser Effekt jedoch um. Die Salze erhöhen die Nettoladung der Proteine, ihre 

Größe sowie Stabilität, sodass die Affinität zur Agglomeration und Anlagerung an der 

Membranoberfläche sinkt [253]. 

Generell fällt die geringe flächenspezifische Permeatleistung von lediglich 3 - 5 L/(m²·h) auf, die 

auf den hohen Trockensubstanzgehalt zurückzuführen ist. Im Folgenden wird deshalb der Frage 

nachgegangen, ob eine Optimierung der Permeatleistung über die Temperaturerhöhung möglich 

ist. Hierzu werden 400 L MPK mit 0,4 g/L Enzym (fl.) versetzt. Nach einer Einwirkzeit von 20 h 

wird die Filtration gestartet. Die Temperatur des Feeds beträgt zu Beginn 6,8 °C. Diese wird im 

Verlauf der Filtration auf max. 52,6 °C erhöht und anschließend wieder auf 16 °C reduziert. 

Abbildung 5-32 zeigt den zeitlichen Verlauf beider Größen. 

60 

Feed-Temperatur 

Permeatleistung 

5 

50 

4 

40 

30 

20 

10 

0 

3 

2 

1 

0 

0 50 100 150 200 

Zeit [min] 

Abbildung 5-32: Permeatleistung der UF in Abhängigkeit von der Feed-Temperatur bei der Filtration von 

MPK (Plattenmodul; Membranfläche 20 m²; Membran UP010; TMP 3,4 bar; Umwälzung 1000 L/h) 

Die Erwärmung des MPK von 6,8 auf 12 °C wirkt sich zunächst nicht auf die Membranleistung 

aus. Erst eine weitere Temperaturerhöhung auf über 50 °C resultiert in einer linearen 

Leistungssteigerung. Hierbei verdoppelt sich der Permeatvolumenstrom durch die 

Temperaturerhöhung um 40 Grad. Durch die anschließende Kühlung des Mediums nimmt der 

Permeatfluss wiederum ab. Dabei liegt der Endpunkt der Leistungskurve bei 16 °C unter dem des 

Anfangswertes bei dieser Temperatur. Dies ist der Konzentrierung der Enzyme und dem 

Verblocken der Membran geschuldet. Prinzipiell bietet der Parameter Temperatur somit einen 

Ansatzpunkt zur Optimierung der Permeatleistung. Insbesondere vor dem Hintergrund der 

temperaturabhängigen Löslichkeit der Lactose bieten höhere Temperaturen die Möglichkeit, eine 

83


Kristallisation zu vermeiden. Jedoch bleibt zu klären, ob sich der Energieaufwand zur Aufheizung 

wirtschaftlich rentiert. Ebenso muss die Stabilität der Enzyme berücksichtigt werden. 

In Anlehnung an Kapitel 5.4.2 wird nachfolgend die GOS-Synthese aus MPK unter Einsatz der 

technischen UF zur Enzymwiedergewinnung im Recycle-Batch-Modus durchgeführt. Hierzu 

werden 250 L MPK vorgelegt und mit 8 g/L Enzym (fl.) versetzt. Das Medium wird 60 min (Batch 

1) bzw. 30 min (Batch 2 und 3) bei geschlossenem Permeatventil über die UF-Einheit umgewälzt. 

Anschließend erfolgt die Filtration bei einem Druck von 3,2 bar und einer Umwälzung von im 

Mittel 550 L/h. Die Menge an abgezogenem Permeat (hier: je 150 L) wird vor dem nachfolgenden 

Batch durch frisches MPK ersetzt. Im Verlauf der drei Durchgänge bleibt der Permeatfluss auf 

einem relativ konstanten Niveau von 3,08 ± 0,13, 2,79 ± 0,10 bzw. 2,9 ± 0,14 L/(m²·h). Ein 

Leistungseinbruch wie bei der Labor-UF ist nicht zu verzeichnen. Die Zusammensetzung der 

Produktfraktionen ist Abbildung 5-33 zu entnehmen. 

Hierbei werden im ersten sowie zweiten Batch jeweils 4 und im dritten Batch 3 Proben im Verlauf 

der Filtrationszeit gezogen. Hierdurch soll, in Ergänzung zu den Untersuchungen des Recycle- 

Batch-Verfahrens im Labormaßstab, die zeitabhängige Zusammensetzung der Produktfraktion 

abgebildet werden. Dies dient letztlich der Verifizierung des gewählten Filtrationsstarts und der 

Bewertung der Kontinuität der Produktzusammensetzung. 

Die GOS-Ausbeute liegt zwischen 24,8 und 19,5 Gew.-% und damit unter dem maximal im Batch 

erzielbaren Ergebnis von rund 27 Gew.-% (Kapitel 5.2.4). Hierbei zeigt sich in den einzelnen 

Recycle-Batch-Versuchen eine rückläufige Tendenz. Die maximale GOS-Ausbeute korreliert im 

Batch mit einem 40 - 50 %igen Hydrolysegrad der Lactose (Abbildung 5-17). Im vorliegenden 

Experiment liegt dieser in der Produktfraktion jedoch bereits bei 60 %. Somit kann 

geschlussfolgert werden, dass das zeitliche GOS-Optimum (trotz Reduzierung der Einwirkzeit in 

Batch 2 und 3) überschritten wird. Ebenfalls spielt hier die Verdünnung der Feedlösung durch das 

Totvolumen eine Rolle. Der Anteil an Monosacchariden an der Produktfraktion steigt 

entsprechend mit der Anzahl an Batch-Durchgängen, da die Hydrolyseprodukte über das 

Totvolumen der Anlage ebenfalls in den jeweils nächsten Batch übertragen werden. Durch die 

simultane Überführung von GOS, wird das Gleichgewicht der Reaktion zudem beeinflusst (Kapitel 

5.4.2). 

Zur Verkürzung der Filtrations- und damit Verweilzeit muss eine höhere Permeatleistung 

angestrebt werden. Ursächlich für den geringen flächenspezifischen Fluss könnten 

Calciumphosphatpartikel sein, die aufgrund der Übersättigung durch die vorherige NF zu einer 

Eintrübung des MPK führen. Diese akkumulieren konzentratseitig und führen zu der Verblockung 

der Membran. Weiterführende Versuche zeigen, dass eine Sedimentation der 

Calciumphosphatpartikel über einen Zeitraum von 10 h zu einem 4-fach höheren Volumenstrom 

bei der anschließenden Filtration führt [255]. 

84





Recycle- 

Batch 1 GOS Lactose Glucose Galactose 

100% 

80% 

60% 

40% 

10,9 12,0 12,9 14,2 

23,3 24,3 25,2 26,2 

41,0 39,7 38,5 37,1 

20% 

0% 

24,8 24,0 23,4 22,6 

0 30 60 75 

Zeit [min] 

Recycle- 

Batch 2 

100% 

80% 

60% 


13,2 14,1 14,7 15,9 

23,8 24,7 25,3 25,8 

40% 

20% 

0% 

41,4 39,7 38,8 38,8 

21,5 21,5 21,2 19,5 

0 30 60 75 

Zeit [min] 

Recycle- 

Batch 3 

100% 

80% 

60% 


13,8 14,2 15,5 

23,9 24,5 25,4 

40% 

20% 

0% 

41,0 39,9 38,8 

21,3 21,4 20,4 

0 30 60 

Zeit [min] 


MPK (Plattenmodul; Membranfläche 20 m²; Membran UP010; TMP 3,2 bar; Umwälzung 550 L/h; 30 - 40 °C; 

β-Gal (fl.) 8 g/L); aufgrund der Rundung der Werte können die Saccharidsummen von 100 Gew.-% 

abweichen 

85


Im Technikumsmaßstab können 5,76 gGOS/gEnzym je Batch synthetisiert werden 

(1,92 gGOS/(gEnzym·h)). Innerhalb von 10 Tagen könnten 80 Batch-Versuche durchgeführt werden. 

Dies entspricht einer GOS-Menge von 922 kg (461 kgGOS/kgEnzym) (Tabelle 9-20 im Anhang). 

Insgesamt bestätigen die Ergebnisse der Recycle-Batch-Versuche unter Einsatz von 

konzentrierter Molke die zuvor im Labormaßstab gezogenen Schlussfolgerungen. Eine hohe 

Permeatleistung der Filtrationseinheit ist für die zeitgenaue Beendung der GOS-Reaktion 

unabdingbar. Ebenso ist das hohe Verhältnis von Anlagentotvolumen (hier: 100 L) zum 

Reaktionsvolumen (hier: 250 L) an dieser Stelle von Nachteil. Generell kann jedoch auch unter 

Einsatz von MPK im Recycle-Batch-Verfahren eine Mehrfachnutzung der Enzyme realisiert 

werden. Dies kann vor dem Hintergrund der Wirtschaftlichkeit eines Gesamtverfahrens zur 

Herstellung von GOS aus Molke von Interesse sein (Kapitel 6.1). 


Anhand eines Stabilitätstests des Enzyms in der eingesetzten Versuchsanlage wird die 

Möglichkeit einer Mehrfachnutzung der β-Galactosidase mittels UF unter Beibehaltung ihrer 

Aktivität demonstriert. Hierbei muss der größtmögliche MWCO der Membran ausgewählt werden, 

um die Enzyme vollständig zurückzuhalten, während das Produkt die Membran passieren kann. 

Der vollständige Rückhalt der eingesetzten β-Galactosidase konnte experimentell validiert 

werden. Über Untersuchungen zur Abhängigkeit der Membranleistung von der eingesetzten 

Substratlösung, der Form des Enzympräparats, der Enzymkonzentration, dem Druck sowie der 

Temperatur, wird eine Steuerung der Reaktionszeit durch die Integration einer UF-Einheit in den 

GOS-Syntheseschritt erreicht. Zusammengefasst zeigt die nachfolgende Tabelle den Anteil der 

Zucker an der Gesamtfraktion für die beiden Verfahrensmodi mit Enzymwiedergewinnung im 

Vergleich zum reinen Batch-Verfahren unter Einsatz von MP. 

Tabelle 5-9: Zusammensetzung der Saccharidfraktionen in MP in Abhängigkeit von der Verfahrensvariante 

(Batch aus Abbildung 5-18; Recycle-Batch (Mittelwert aus vier aufeinanderfolgenden Batch-Durchgängen) 

aus Abbildung 5-26; kontinuierlicher Betrieb bei 2 bar aus Abbildung 5-30) 

Saccharide Batch Recycle-Batch 

Kontinuierliche 

Betriebsweise 

GOS [Gew.-%] 20,45 ± 0,11 18,47 ± 0,60 16,10 ± 0,31 

Lactose [Gew.-%] 53,58 ± 0,97 63,23 ± 2,76 69,19 ± 0,57 

Glucose [Gew.-%] 16,85 ± 0,55 12,44 ± 1,78 10,15 ± 0,39 

Galactose [Gew.-%] 9,12 ± 0,46 5,86 ± 0,99 4,56 ± 0,35 

Die Ergebnisse unter Einsatz von MP zeigen, dass im Batch durch das punktgenaue Beenden 

der Reaktion mit 20,45 ± 0,11 Gew.-% die höchste GOS-Ausbeute erreicht wird. Durch die 

Betrachtung der Membranleistung und der GOS-Ausbeute im Recycle-Batch konnte ein wichtiger 

86


Ansatzpunkt zur Optimierung dieses Verfahrens identifiziert werden. Diesbezüglich ist über den 

Wechsel vom festen zum flüssigen Enzympräparat eine gleichbleibende GOS-Ausbeute 

(18,47 ± 0,60 Gew.-%) in vier konsekutiven Recycle-Batch-Durchgängen erzielt worden. 

Weiterhin wird eine kontinuierliche GOS-Synthese unter Enzymwiedergewinnung im 

Membranbioreaktor aufgezeigt. In diesem Zusammenhang ist die durch eine konstante 

Membranleistung vorgegebene Reaktionszeit gemäß des Zeitpunktes der maximalen GOS- 

Ausbeute für eine gleichbleibende Produktkonzentration erforderlich. Experimentelle 

Untersuchungen zum Einfluss des Drucks auf die Verweil- und damit Reaktionszeit der Lösung, 

ermöglichen eine stationäre GOS-Synthese mit einer Ausbeute von 16,10 ± 0,31 Gew.-% über 

einen Zeitraum von 150 min. 

Die Herstellung von GOS aus MPK unter Wiedergewinnung des Biokatalysators wird ebenfalls 

erfolgreich demonstriert. In drei aufeinanderfolgenden Recycle-Batch-Versuchen wird über die 

Analyse der Produktfraktionen als Funktion der jeweiligen Filtrationszeit die Abhängigkeit der 

Zusammensetzung von der Reaktionsdauer und der Batch-Anzahl im Detail dargestellt. Unter 

Einsatz von MPK wird eine mittlere GOS-Ausbeute von 21,96 ± 1,58 Gew.-% im Membranbioreaktor 

erzielt. 

5.5 GOS-Aufreinigung 

Die Auftrennung von Mehrkomponentensystemen und die Gewinnung möglichst reiner 

Einzelsubstanzen stellt eine der größten Herausforderungen im Bereich der Bioverfahrenstechnik 

dar. Die Betrachtung der spezifischen, der Trennung zugrundeliegenden, Trennmechanismen 

stellt die Voraussetzung für die Anwendung der Verfahren im Sinne einer industriellen 

biotechnologischen Herstellung dar. 

Die Reinheit eines GOS-Produktes bestimmt dessen Einsatzmöglichkeiten in verschiedenen 

Endprodukten. Geringe Anteile an Mono- und Disacchariden sind vor dem Hintergrund von 

Süßkraft, Löslichkeit, Osmolarität und Reaktivität (Maillard Reaktion) des GOS-Produktes 

anzustreben [239]. In Deutschland wird derzeit ausschließlich das Vivinal ® GOS von Friesland 

Campina im industriellen Maßstab in Endprodukte wie z. B. Kindernahrung eingebracht. Dieses 

Produkt besitzt eine GOS-Reinheit bezogen auf die Zuckerfraktion von 60 Gew.-% (Tabelle 2-1). 

Das Ziel ist daher ein Aufreinigungsverfahren für das GOS-haltige MPK zu finden, mit dem ein 

vergleichbares GOS-Produkt hergestellt werden kann. Hierzu müssen jedoch nicht nur die Monound 

Disaccharide von den Oligosacchariden getrennt, sondern auch die Molkeninhaltsstoffe 

(Milchsäure, Salze) aus dem Produkt separiert werden. In Kapitel 2.3.3 sowie in Tabelle 9-3 im 

Anhang werden Möglichkeiten zur Aufreinigung von Oligosacchariden vorgestellt. Anhand dieser 

Zusammenfassung und auf Basis der Eigenschaften der hier vorliegenden GOS-Lösung wird eine 

Vorauswahl der als am besten geeignet erscheinenden Aufreinigungsmethode getroffen. 

Das aufzureinigende MPK besitzt bereits einen maximal durch NF erzielbaren 

Trockensubstanzgehalt. Der Einsatz eines weiteren Filtrationsschritts ist hier nur unter 

Voraussetzung einer erneuten Verdünnung der Ausgangslösung und weiterer Diafiltration 

87


möglich. Ebenso ist nur eine bedingte Abtrennung der Lactose, insbesondere von kurzkettigen 

GOS, möglich [154, 173, 174]. Einer Aufreinigung des GOS-haltigen MPK mittels Fermentation 

stehen verschiedene Faktoren entgegen. So bieten der geringe pH-Wert von 4,2 - 4,5 und die 

hohe Milchsäurekonzentration keine optimalen Wachstumsbedingungen für Mikroorganismen. 

Weiterhin ist durch die hohe Zuckerkonzentration ein vollständiger Abbau der Zucker, wie bereits 

von Goulas et al. (2007) [178] angemerkt, unwahrscheinlich. Deutlichster Nachteil dieser 

Methode ist, dass Molkeninhaltsstoffe mit Ausnahme der Zucker (Salze und Milchsäure) nicht von 

den GOS getrennt werden. Zusätzlich entstehen bei der Fermentation Stoffwechselendprodukte, 

die ebenso wie die Mikroorganismen, nach dem Fermentationsschritt weitere Trennoperationen 

unerlässlich machen. Mittels chromatographischer Verfahren lassen sich zwar hohe Reinheiten 

erreichen, jedoch sind diese Methoden, wie auch die anderen in Tabelle 9-3 im Anhang 

dargestellten, sowohl zeit- als auch kostenintensiv und somit nicht für die großtechnische 

Anwendung zur Herstellung eines Lebensmittelzusatzstoffs geeignet [177]. 

Für verschiedene Oligosaccharide (z. B. Fructooligosaccharide) wird in der Literatur gezeigt, dass 

mittels Aktivkohle eine Trennung von Mehrfachzuckern gemäß Kettenlänge möglich ist [179, 

180]. Auch für GOS wurde bereits eine präparative chromatographische Trennung mittels 

Aktivkohle realisiert [154]. Laut Nobre et al. (2012) sowie Whistler und Durso (1950) bietet diese 

Methode zudem die Möglichkeit eine gleichzeitige Demineralisierung der Oligosaccharidfraktion 

durchzuführen [179, 256]. Die unterschiedlichen Charakteristika der Aktivkohlen machen sie für 

ein breites Anwendungsfeld interessant. Zudem zeichnen sie sich durch einen niedrigen Preis 

zwischen 0,25 - 2 €/kg aus. Industriell sind Festbettadsorber mit Aktivkohleschüttung weit 

verbreitet und erprobt [257]. Die Aktivkohle-Adsorption bietet somit das Potenzial zur 

Aufreinigung von GOS aus wässrigen Lösungen. Diesbezüglich sind vor allem die der Trennung 

von GOS aus dem Mehrkomponentensystem MPK zugrundeliegenden Mechanismen zu 

betrachten. An erster Stelle steht im Folgenden zunächst ein Screening geeigneter Aktivkohlen. 

Anschließend werden die den Adsorptionsprozess beinflussnehmenden Prozessparameter in 

Säulenversuchen identifiziert und bewertet. 

5.5.1 GOS-Aufreinigung mittels Adsorption an Aktivkohle 

Aktivkohlescreening 

Für die Aufreinigung der Saccharidmischung werden zunächst fünf unterschiedliche Aktivkohlen 

untersucht, deren technische Eigenschaften in Tabelle 9-19 im Anhang hinterlegt sind. Als Feed 

dient verdünntes GOS-haltiges MPK (Tabelle 9-21 im Anhang). Die Ergebnisse des Screenings 

in Form der Gleichgewichtsbeladungen in Batch-Versuchen sind Abbildung 5-34 zu entnehmen. 

88

Beladung [g/g] 


0,25 

GOS Lactose Glucose Galactose Milchsäure 

0,2 

0,15 

0,1 

0,05 

0 

TC303 S1240 PAK S300 CGK 

Abbildung 5-34: Vergleich der Gleichgewichtsbeladungen unterschiedlicher Aktivkohlen im Batch (1,5 g 

Aktivkohle; 25 °C; 24 h Verweilzeit im Batch; 20 mL 25 Vol.-% GOS-haltiges MPK) 

Die eingesetzten Aktivkohlen zeigen ein relativ einheitliches Verhalten in dem Sinne, dass sie 

Lactose und GOS gegenüber den Monosacchariden und der Milchsäure in höherem Maße 

adsorbieren. Die Bindung von Sacchariden an Aktivkohle wird einerseits durch polare 

Wechselwirkungen, andererseits durch die sterische Hinderung in Abhängigkeit der Molekül- und 

Porengrößenverteilung bestimmt [258]. Gemäß der Traub´schen Regel steigt die Adsorption 

organischer Moleküle an Aktivkohle aus wässriger Lösung mit ihrer Kettenlänge. Grund ist die 

verminderte Löslichkeit der Moleküle in der wässrigen Phase. Diese Regel gilt dabei unter der 

Voraussetzung ungehinderter Porenzugänglichkeit [259]. 

Die Oberfläche von Aktivkohle weist allgemein einen hydrophoben Charakter auf [259], ebenso 

wie Saccharide [260, 261]. Die Hydrophobizität letzterer steigt hierbei mit dem Anteil an CH- 

Gruppen von Mono- zu Oligosacchariden. Entsprechend nimmt auch die Stärke der 

Wechselwirkungen zu [179, 262]. In Mehrkomponentensystemen ist immer mit einer Konkurrenz 

der Stoffe um Adsorptionsplätze zu rechnen. Lactose und GOS besitzen hiernach eine höhere 

Affinität zur Aktivkohleoberfläche, wodurch eine Verdrängung der Monosaccharide 

wahrscheinlich ist. Gleichzeitig spielen die absoluten und relativen Konzentrationen der Zucker 

innerhalb dieses Mehrkomponentensystems eine Rolle [179]. So weisen Lactose und GOS einen 

deutlich höheren Anteil an der Saccharidmischung (52,93 bzw. 25,00 Gew.-%) auf als die 

Monosaccharide (16,36 und 5,71 Gew.-%). Auch hierdurch wird ihre Adsorption gegenüber der 

von Glucose und Galactose begünstigt. Unterschiede zwischen den Aktivkohlen zeigen sich 

anhand der Selektivität für Lactose und GOS. Die Adsorbentien S300 und CGK weisen eine 

höhere Lactosebeladung auf, während sich die TC303, die S1240 und die PAK im Vergleich 

selektiver für GOS zeigen. Im Vorfeld der Untersuchungen wurden Adsorbentien gewählt, die 

89


speziell zur Adsorption von Makromolekülen, bisher vor allem von Farbstoffen, eingesetzt 

werden. Dennoch ist davon auszugehen, dass ein unterschiedlich ausgeprägter sterischer Effekt 

bei der Adsorption der Saccharide zum Tragen kommt. Lactose als Disaccharid besitzt ein 

Molekulargewicht von 342,29 g/mol [263], wohingegen die Hauptfraktion der GOS aus 

mindestens einer Glucoseeinheit sowie zwei Galactosemolekülen aufgebaut ist. Liegt nun der 

kritische Porendurchmesser des Adsorbens im Bereich der Moleküldurchmesser der zu 

trennenden Adsorptive, kommt ein Siebeffekt (sterische Hinderung) zum Tragen [257]. Eine 

mögliche Begründung für die unterschiedlichen Selektivitäten der fünf getesteten Kohlen könnte 

somit in ihrer Porengrößenverteilung liegen. Die TC303, die S1240 und die PAK scheinen eine 

Struktur zu besitzen, die das Eindringen von Lactose und GOS in die Adsorbenskörner 

gleichermaßen ermöglicht. Bedingt durch die unterschiedlich ausgeprägte Affinität der 

Saccharide zur Aktivkohleoberfläche, adsorbiert GOS hier in höherem Maße als Lactose. 

Demgegenüber scheinen die Kohlen S300 und CGK durch eine Struktur gekennzeichnet zu sein, 

die dazu führt, dass die GOS durch einen Größenausschlusseffekt schlechter zurückgehalten 

werden, während Lactose in höherem Maße in die Poren gelangen kann. 

Die hier eingesetzte Aktivkohle PAK wird bisher nur in Pulverform vertrieben. Als solche eignet 

sie sich für den Einsatz im Wirbelschicht- oder Schwebebettadsorber [259]. Der Standardapparat 

der Adsorptionstechnik, der auch in dieser Arbeit im Folgenden eingesetzt wird, ist jedoch der 

Festbettadsorber [257]. Hierzu muss die Aktivkohle granuliert vorliegen. Entsprechend eignen 

sich lediglich die TC303 (0,14 ± 0,0005 gGOS/gTC303) und die S1240 (0,12 ± 0,006 gGOS/gS1240) als 

Kornkohlen für den weiteren Einsatz im Säulensystem. 

5.5.2 Einsatz von Aktivkohle im Säulensystem 

Für eine erste Bilanzierung werden die zuvor gewählten Aktivkohlen TC303 und S1240 in einem 

Säulensystem eingesetzt, mit GOS-haltigem MPK beladen und über Nacht mit Wasser gespült, 

um nicht adsorbierte Substanzen zu entfernen. Diese Gesamtfraktion wird im Anschluss mittels 

HPLC analysiert. Abbildung 5-35 zeigt zunächst die Beladung der Aktivkohlen mit den Zuckern 

sowie Milchsäure. 

Ähnlich wie in den vorangegangenen Batch-Experimenten zeigt sich auch im Säulenversuch, 

dass die Monosaccharide sowie die Milchsäure nur einen geringen Anteil an der Beladung 

ausmachen. Mit 0,14 ± 0,0088 g/g (TC303) bzw. 0,12 g/g ± 0,0069 (S1240) adsorbiert GOS als 

Hauptkomponente aus der Mischung. Anders als zuvor, zeigt sich im Säulensystem jedoch 

anhand der Lactosebeladung ein deutlicher Unterschied zwischen den beiden Aktivkohlen. Die 

S1240 bindet ähnlich wie im Batch-Versuch einen vergleichsweise hohen Anteil an Lactose 

(0,110 ± 0,018 g/g). Demgegenüber zeigt sich die TC303 im Säulensystem (0,018 ± 0,013 g/g), im 

Vergleich zum vorherigen Batch, deutlich selektiver für GOS. Somit erfolgt bereits durch die 

Adsorption eine beachtliche Aufreinigung der Oligosaccharide. 

90



0,2 

TC303 

S1240 

0,15 

0,1 

0,05 

0 

GOS Lactose Glucose Galactose Milchsäure 

Abbildung 5-35: Vergleich der Aktivkohlen TC303 und S1240 anhand der Beladungen im Säulensystem 

(1,5 g Aktivkohle; Volumenstrom 10 mL/h; 20 mL 25 Vol.-% GOS-haltiges MPK) 

Für eine genauere Betrachtung der Ursachen dieses Unterschieds wird nachfolgend die 

Adsorption von Lactose näher betrachtet. Hierzu wird deren Adsorption an die Aktivkohle TC303 

im Batch und Säulensystem aus einer Reinstofflösung sowie aus GOS-haltigem MPK ermittelt 

(Abbildung 5-36). Die Lactose erreicht sowohl im Batch als auch im Säulensystem eine deutlich 

höhere Beladung, wenn diese aus der Reinstofflösung adsorbiert. Somit ist zunächst 

nachgewiesen, dass Lactose prinzipiell eine hohe Affinität zur Aktivkohleoberfläche besitzt. Im 

Mehrkomponentensystem steht ihre Adsorption jedoch in Konkurrenz zu derjenigen der GOS. Da 

letztere aufgrund ihrer Molekularstruktur eine noch höhere Affinität zur Aktivkohleoberfläche 

besitzen, kommt es zu einer Verdrängungsreaktion, die letztlich die geringe Lactosebeladung 

bedingt. Ein Vergleich von Batch und Säulenversuch macht deutlich, dass die Lactose im Falle 

des Durchflusssystems unabhängig vom eingesetzten Medium eine geringere Beladung erreicht. 

Eine mögliche Erklärung könnte in der Verweilzeit begründet liegen. Im Säulensystem ist die 

Kontaktzeit im Vergleich zum Batch deutlich kürzer. Sie reicht unter Umständen nicht aus, um die 

maximale Kapazität der Adsorbens zu erreichen. Weiterhin wird die Wechselwirkung zwischen 

Sacchariden und der Aktivkohleoberfläche, wie erwähnt, über hydrophobe Wechselwirkungen 

bestimmt. Diese Haftkräfte sind im Falle der Lactose wahrscheinlich zu schwach, um diese in 

Gegenwart der in Strömungsrichtung wirkenden Kräfte, die durch den Volumenstrom bestimmt 

werden, dauerhaft an der Aktivkohleoberfläche zu binden. Somit wird im Säulensystem eine 

geringere Beladung erreicht als im Batch. 

91




0,25 

Lactose - Batch 

Lactose in MPK - Batch 

0,25 

Lactose - Säule 

Lactose in MPK - Säule 

0,2 

0,2 

0,15 

0,15 

0,1 

0,1 

0,05 

0,05 

0 

0 

Abbildung 5-36: Vergleich der Beladung von Aktivkohle mit Lactose im Batch (20 mL Medium; 24 h) und 

Säulensystem (1,5 g TC303; 20 mL Medium; 10 mL/h; Waschschritt bis kein Zucker im Auslauf der Säule 

detektierbar ist) für reine Lactoselösung (Lactose 35 g/L; pH 4,5) sowie GOS-haltigem MPK 

(Zusammensetzung wie in Tabelle 9-21; pH 4,3) 

Im Folgenden wird nun, aufgrund der höheren Selektivität, die Aktivkohle TC303 gewählt, um 

relevante Parameter des Adsorptionsprozesses im Säulensystem zu identifizieren. 

Einfluss des Volumenstroms auf die Adsorption 

In den folgenden Versuchen wird der Einfluss des Volumenstroms auf die Beladung der 

Aktivkohle quantifiziert (Abbildung 5-37). Hierzu werden, wie zuvor, 1,5 g der Aktivkohle TC303 

eingesetzt. Unter Berücksichtigung der Schüttdichte von 240 kg/m³ (Tabelle 9-19 im Anhang) 

ergibt sich somit ein Festbettvolumen von 6,25 mL. Im Folgenden wird für die Darstellung der 

Ergebnisse eine maßstabsunabhängige Beschreibung des Volumenstroms in Form von 

Bettvolumina (BV) gewählt. Dieser Begriff bezieht sich hierbei auf das relative Verhältnis des 

Flüssigkeitsvolumens bzw. des Flüssigkeitsvolumenstroms zum Festbettvolumen. So entspricht 

ein Volumenstrom von 10 mL/h beispielhaft einem Wert von 1,6 BV/h. 

In Vorversuchen zeigte sich, dass Volumenströme über 5 mL/h (0,8 BV/h) aufgrund der Viskosität 

des GOS-haltigen MPK und dem einhergehenden Druckverlust zu Undichtigkeiten an der 

eingesetzten Säule führen. Um dennoch (qualitativ) einen breiteren Volumenstrombereich 

untersuchen zu können, wird zunächst verdünntes (25 Vol.-%) GOS-haltiges MPK (Tabelle 9-21) 

eingesetzt. 

92



0,2 

0,15 

0,1 

0,05 

0 

0,8 1,6 3,2 

Volumenstrom [BV/h] 

Abbildung 5-37: Einfluss des Volumenstroms auf die Beladung der Aktivkohle TC303 mit GOS (1,5 g 

Aktivkohle TC303; 20 mL 25 Vol.-% GOS-haltiges MPK) 

Der Volumenstrom muss unter Beachtung der Kinetik der Adsorption so gewählt werden, dass 

die Kontaktzeit zwischen Adsorptiv und Adsorbens hinreichend lang ist. Ein zu hoher 

Volumenstrom kann eine verminderte Beladung bedingen, wenn die Zeit für den Stofftransport 

zwischen fluider und fester Phase begrenzt wird. Im vorliegenden Fall zeigt sich ein Anstieg der 

Beladung der Kohle um 33,3 % mit einer Reduzierung des Volumenstroms von 3,2 auf 0,8 BV/h 

(entspricht einer Reduzierung von 20 auf 5 mL/h). Somit sollte die Adsorption bei möglichst 

niedrigen Volumenströmen durchgeführt werden. 

Einfluss des Feedvolumens auf die Adsorption 

Im Weiteren soll eine Abschätzung hinsichtlich des realen einzusetzenden Feedvolumens und 

somit der Belastung des Festbetts erfolgen. Hierdurch soll der optimale Betriebspunkt für die 

Adsorption von GOS aus MPK an die Aktivkohle TC303 ermittelt werden. Es soll dasjenige 

Verhältnis von aufgegebenem Feedvolumen zur Aktivkohlemasse (hier: 1,5 g entsprechen 

6,25 mL Festbettvolumen) identifiziert werden, welches eine möglichst hohe Abreicherung der 

GOS aus der Feedlösung und eine gleichzeitig möglichst hohe Beladung gewährleistet. Hierzu 

wird unverdünntes GOS-haltiges MPK (Tabelle 9-22 im Anhang) eingesetzt und der 

Volumenstrom auf 0,32 BV/h (2 mL/h) reduziert. In Abbildung 5-38 sind die Beladung des 

Adsorbens (Primärachse) und die Abreicherung der GOS in der Feedlösung (Sekundärachse) in 

Abhängigkeit vom Volumen der eingesetzten Lösung dargestellt. Mit dem Volumen, also der 

absoluten Menge an aufgegebenen Adsorptiv, steigt die Beladung von 0,06 (± 0) bis auf 

0,16 ± 0,017 g/g an. Hierbei sind im Ablauf der Säule beim Einsatz von 0,16 BV (1 mL) 

Feedlösung keine GOS detektierbar. Demgegenüber binden lediglich 53 % der GOS aus einem 

93


Abreicherung [%] 


Volumen von 0,5 BV (5 mL) MPK an der Kohle. Somit beträgt der GOS-Verlust über die 

abgereicherte Feedlösung 47 %. 

0,25 

0,2 

0,15 

0,1 

0,05 

0 

GOS-Beladung GOS-Adsorption 

0,16 0,24 0,32 0,4 0,8 

Feedvolumen [BV] 

100 

90 

80 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

Abbildung 5-38: Einfluss des Feedvolumens auf die Beladung der Aktivkohle TC303 (Primärachse) und die 

Adsorption/Abreicherung der GOS aus der Feedlösung (Sekundärachse) (1,5 g Aktivkohle TC303; GOShaltiges 

MPK; Volumenstrom 2 mL/h) 

Letztlich muss damit ein Kompromiss zwischen der erreichbaren Beladung und einem minimalen 

GOS-Verlust geschlossen werden. In der Praxis sollte der Betriebspunkt somit bei einer Beladung 

zwischen 0,09 und 0,13 g/g bei gleichzeitiger GOS-Abreicherung aus der Feedlösung von 

97 - 85 % liegen. Eine Belastung des Festbetts mit dem 0,24 bis 0,4fachen Volumen an 

Feedlösung ist in diesem Fall einzusetzen (hier: 1,5 bzw. 2,5 mL MPK zu 1,5 g Aktivkohle TC303). 

Diese Vorgabe gilt dabei nur für die in Tabelle 9-22 im Anhang charakterisierte Feedlösung. 

Das Zielprodukt liegt nach der Adsorption gebunden vor. Für einen Einsatz dieses Verfahrens ist 

entsprechend die Wiedergewinnung der GOS in flüssiger Phase ebenso entscheidend. 

Nachfolgend wird deshalb die Desorption der GOS mittels EtOH betrachtet. 

Einfluss der EtOH-Konzentration, des Volumenstroms und des Volumens auf die 

Wiederfindung der GOS in der Desorptionsfraktion 

Für die Desorption verschiedener Oligosaccharide werden in der Literatur im Zusammenhang mit 

Aktivkohle Ethanol/Wasser-Gemische eingesetzt [154, 177]. Daher wird zunächst die benötigte 

Konzentration des Alkohols ermittelt, die eine Wiedergewinnung der GOS ermöglicht (Abbildung 

5-39, links). Zusätzlich wird mit der gewählten Konzentration der Einfluss des Volumenstroms 

untersucht (Abbildung 5-39, rechts). Die Kohle wird hierzu jeweils bei einem Volumenstrom von 

94

Wiederfindung [%] 



10 mL/h (1,6 BV/h) mit 20 mL verdünntem 25 Vol.-% GOS-haltigem MPK beladen 

(0,14 ± 0,00996 g/g). Die Desorption in Abhängigkeit von der EtOH-Konzentration erfolgt bei 

einem Volumenstrom von 10 mL/h mit 40 mL Desorptionslösung. Die Untersuchungen zum 

Einfluss des Volumenstroms werden unter Einsatz von 40 mL einer 50 Vol.-% EtOH-Lösung 

durchgeführt. 

100 

100 

80 

80 

60 

60 

40 

40 

20 

20 

0 

5 10 25 50 100 

0 

0,8 1,6 3,2 

EtOH [Vol.-%] 

Volumenstrom [BV/h] 

Abbildung 5-39: Einfluss der EtOH-Konzentration (links) und des Volumenstroms (rechts) auf die 

Wiederfindung der GOS in der Desorptionsfraktion (Adsorption: 1,5 g Aktivkohle TC303; 20 mL 25 Vol.-% 

GOS-haltiges MPK; Volumenstrom 10 mL/h (1,6 BV/h); Desorption: 40 mL EtOH/Wasser) 

Mit der Zunahme des Anteils an EtOH von 5 auf 50 Vol.-% % nimmt die Wiedergewinnung der 

GOS von 8,71 ± 1,02 % auf 63,7 ± 6,5 % zu. Eine weitere Erhöhung ist durch die EtOH- 

Konzentration nicht zu erreichen. Der Zusammenhang zwischen dem Verhältnis von EtOH zu 

Wasser und der zunehmenden Wiederfindung der Saccharide in der Desorptionsfraktion liegt 

hierbei in den polaren Wechselwirkungen zwischen den Zuckern und der Aktivkohleoberfläche 

bzw. der flüssigen Phase begründet. 

Eine Erhöhung der Wiederfindung von 59,41 ± 0,225 auf 68,9 ± 0,750 % kann mit sinkendem 

Volumenstrom unter Einsatz der 50 Vol.- % EtOH-Lösung ermittelt werden (Abbildung 5-39, 

rechts). Somit sollten im Hinblick auf die Kinetik, wie bereits bei der Adsorption angemerkt, höhere 

Kontaktzeiten über niedrigere Volumenströme bei der Desorption gewährleistet werden. 

Vor dem Hintergrund einer optimalen Parameterkonstellation wird letztlich eine Adsorption von 

2 mL GOS-haltigem MPK an 1,5 g Aktivkohle bei einem Volumenstrom von 2 mL/h durchgeführt. 

Die anschließende Desorption erfolgt mit einem reduzierten Volumen von 20 mL einer 50 Vol.-% 

EtOH-Lösung bei einem Volumenstrom von 5 mL/h. Hierbei kann eine Beladung von 

0,108 ± 0,0004 g/g unter Adsorption von 89,84 ± 0,338 % der in der Vorlage enthaltenen GOS und 

eine 66,90 ± 3,156 %ige Wiederfindung der zuvor adsorbierten Oligosaccharide erzielt werden. 

95


Dieses Ergebnis liegt im Bereich der Wiederfindung, die auch von Zerge (2014) [154] erreicht 

wird. Je nach eingesetzter Feedlösung beträgt der Wert dort 14 - 66 %. 

Durch die Aktivkohle-Adsorption wird der Anteil der GOS an der Gesamtzuckerfraktion von 

25,45 ± 0,26 auf bis zu 90,72 ± 1,85 Gew.-% erhöht. Lediglich Lactose verbleibt mit einem Anteil 

von unter 10 Gew.-% im Produkt. Monosaccharide, Milchsäure und ein anorganischer Anteil 

können erst nach einer Einengung der Desorptionsfraktion detektiert werden. Ihr Anteil liegt bei 

unter 1 Gew.-%. Diese Zusammensetzung wird bereits durch die hohe Selektivität des 

Adsorptionsschritts erreicht. Eine einstufige Desorption zur Wiedergewinnung der Saccharide ist 

an dieser Stelle hinreichend. Bisher müssen mehrstufige Desorptionszyklen mit gradueller 

Erhöhung der EtOH-Konzentration eingesetzt werden, um zunächst unerwünscht adsorbierte 

kurzkettige Saccharide auszuwaschen, bevor die eigentliche Desorption der jeweiligen 

Oligosaccharide mit angestrebter Reinheit bei hohen EtOH-Konzentrationen erfolgen kann [154, 

177, 179, 180, 182, 264]. Das in der vorliegenden Arbeit eingesetzte Verfahren zeichnet sich 

somit durch seine geringe Komplexität bei gleichzeitig hoher Selektivität aus. Die angestrebte 

Reinheit der GOS von 60 Gew.-% wird durch einen einzigen Aufreinigungsschritt erreicht bzw. 

sogar übertroffen. Zudem werden nicht nur die Nebenprodukte der enzymatischen Reaktion 

(Mono- und Disaccharide), sondern auch die Inhaltsstoffe der Molke (Milchsäure, Salze) effektiv 

aus dem Produkt entfernt. 

Der Auftrennungserfolg wird über einen Aufreinigungsfaktor quantitativ erfasst. Dieser gibt das 

Verhältnis aus dem GOS-Anteil (Gew.-%, bezogen auf die Gesamtzuckerfraktion) vor bzw. nach 

der Aufreinigung wieder. In dieser Arbeit wird ein Faktor von 3,6 erzielt. Im Vergleich erreicht 

Zerge (2014) [154] durch Aktivkohle eine maximale Aufreinigung um den Faktor 3. Mittels NF 

erreichen Pruksasri et al. (2015) [265] bzw. Michelon et al. (2014) [169] einen Faktor von 1,4 bzw. 

1,8. Durch eine selektive Fermentation von Sacchariden werden allgemein Werte zwischen 1,3 

[178] und 2,5 [266] erwirkt. Guerrero et al. (2014) [239] erreichen dagegen durch den Einsatz 

einer Hefe einen Aufreinigungsfaktor von bis zu 3,5. Die Fällung von GOS aus einer EtOH 

haltigen Lösung führt zwar zu einem Aufreinigungsfaktor von 5, jedoch liegt die Ausbeute hier nur 

bei 6 % [187]. Auch Maischberger et al. (2008) [185] können mit 3,8 einen hohen Faktor erzielen. 

Jedoch ist hierfür ein mehrstufiger Aufreinigungsprozess bestehend aus der enzymatischen 

Oxidation von Lactose und mehrerer chromatographischer Verfahren nötig. 

Einfluss mehrerer Ad- und Desorptionszyklen auf die Kapazität 

Die Adsorption kann nur dann wirtschaftlich betrieben werden, wenn eine Mehrfachnutzung der 

Kohle über mehrere Zyklen hinweg möglich ist. In der vorliegenden Arbeit werden deshalb acht 

aufeinander folgende Ad- und Desorptionsdurchgänge unter Verwendung derselben 

Aktivkohlepackung ausgeführt. Aus Abbildung 5-40 wird ersichtlich, dass sowohl die 

Adsorptionskapazität bei 0,149 ± 0,0092 g/g als auch die Wiederfindung bei 57,51 ± 7,38 % über 

acht Zyklen hinweg im Mittel (gestrichelte Linie) stagnieren. Die Reinheit der GOS beträgt hierbei 

in den acht Desorptionsfraktionen durchschnittlich 91,60 ± 1,99 Gew.-%. Somit ist eine 

Mehrfachnutzung der Aktivkohle unter Beibehaltung der Kapazität prinzipiell möglich. Gleichzeitig 

96




zeigen die Daten der Adsorption, dass die bisher nicht in der Desorption nachweisbaren GOS 

nicht auf der Kohle verbleiben. Da keine Verminderung der Beladung detektierbar ist, müssen die 

Zucker im Waschschritt nach der Desorption ausgewaschen werden. Die Spülung der 

Aktivkohleschüttung erfolgt über Nacht mit einem Volumenstrom von 10 mL/h, sodass ein 

entsprechend großes Volumen als Waschfraktion anfällt. Die Konzentration der Substanzen liegt 

hierbei unterhalb der Nachweisgrenze, sodass eine Quantifizierung ohne vorherige Einengung 

nicht möglich ist. 

Eine Optimierung der Durchströmung der Säule ist notwendig, um die gebundenen GOS in einem 

möglichst geringen Desorptionsvolumen in gleichzeitig hoher Konzentration wiederzugewinnen. 

Insbesondere die Randgängigkeit könnte in einer Säule größeren Maßstabs verbessert werden. 

Ein anderes Problem, das speziell beim Einsatz von organischen Lösungsmitteln im 

Desorptionsschritt bekannt ist, begründet sich auf die frei werdende Mischungswärme beim 

Phasenwechsel. Die Temperaturerhöhung kann eine verminderte Gaslöslichkeit bedingen, 

wodurch wiederum Gasblasen im Adsorbensbett auftreten. Diese verhindern eine vollständige 

Benetzung/Umströmung des Adsorbens [257]. 

0,2 

Adsorption 

100 

Desorption 

0,15 

80 

60 

0,1 

40 

0,05 

20 

0 

AD 1 AD 2 AD 3 AD 4-8 

0 

DE 1 DE 2 DE 3 DE 4-8 

Abbildung 5-40: Beladung (links) und Wiederfindung (rechts) von GOS im Verlauf von 8 aufeinander 

folgenden Zyklen (Adsorption: 1,5 g Aktivkohle TC303; 5 mL GOS-haltiges MPK; Volumenstrom 5 mL/h; 

Desorption: 80 mL 50 Vol.-% EtOH/Wasser; Volumenstrom 20 mL/h) 

Da die Säule in der vorliegenden Arbeit von unten nach oben beschickt wird, wird eine 

Wanderung der Gasblasen in Strömungsrichtung zwar gefördert, jedoch tritt dennoch eine 

zeitliche Verbreiterung der Konzentrationsfront am Auslass der Säule auf. Auch die 

Beschaffenheit der eingesetzten Aktivkohle TC303 ist nicht optimal. Diese zeigt eine sehr 

ungleichförmige Korngrößenverteilung, wie anhand der Abbildung 9-10 im Anhang erkennbar ist. 

Eine einheitliche Kugelform der Aktivkohlepartikel in einer engen Größenverteilung bewirkt laut 

Chinn und King (1999) eine höhere Aufkonzentrierung der Substanzen in der Desorptionsfraktion 

97



[267]. Zurückzuführen ist dies auf die Mehrwegetheorie (multipath theory), deren Einfluss auf die 

Peakverbreiterung bei chromatographischen Prozessen im Festbett über die Eddy-Diffusion in 

der van Deemter Gleichung berücksichtigt wird. Hiernach führen unterschiedliche Weglängen im 

Festbett bei konstanter Strömungsgeschwindigkeit zu einer Streuung der Austrittszeitpunkte von 

Molekülen aus der Säule. Eine breite Partikelgrößenverteilung innerhalb der Festbettpackung 

führt somit zu einer breiten Varianz an möglichen Weglängen und damit Austrittszeitpunkten 

[268]. Letztlich liegen die Moleküle beim Verlassen der Säule innerhalb eines größeren 

Volumenelements und damit in geringerer Konzentration vor. 

5.5.3 Adsorptionsisotherme 

Für die Beschreibung der Flüssigphasenadsorption werden Isothermengleichungen 

herangezogen. Am gebräuchlichsten sind hier die Gleichungen nach Langmuir bzw. Freundlich 

[257]. Im Folgenden wird untersucht, ob sich die Adsorption von GOS an Aktivkohle mit den Zwei- 

Parameter-Gleichungen abbilden lässt. Hierzu werden Desorptionsfraktionen aus den 

vorangegangenen Säulenversuchen gesammelt und eingedampft. Für die Versuche wird eine 

ethanolfreie Lösung mit einer GOS-Reinheit von 88 Gew.-% (29 g/L GOS) eingesetzt. In 

Abbildung 9-11 im Anhang sind die Linearisierungen der Freundlich-Isothermengleichung und die 

Auftragung der experimentell ermittelten Daten dargestellt. Anhand des Bestimmtheitsmaßes 

(R 2 ) ist festzustellen, dass die Daten im betrachteten Bereich geringer Konzentrationen gut mit 

dieser Gleichung korrelieren. Abbildung 5-41 zeigt die Auftragung der experimentell ermittelten 

GOS-Beladung über die Gleichgewichtskonzentration sowie die Anpassungen an die Isotherme. 

0,4 

Experimentelle Daten 

Freundlich-Isotherme (25 °C) 

0,3 

0,2 

0,1 

0 

0 5 10 15 20 25 30 

c Gleichgewicht [g/L] 

Abbildung 5-41: Adsorptionsisotherme von GOS aus MPK an die Aktivkohle TC303 (0,04 – 0,75 g 

Aktivkohle; 25 °C; 24 h Verweilzeit im Batch; 1 – 10 mL GOS-Lösung) 

98


Für die Freundlich-Isotherme (R 2 = 0,9738) folgt somit: 

q = K ∙ c n (36) 

mit 

q 

Gleichgewichtsbeladung [g/g] 

c 

Gleichgewichtskonzentration [g/L] 

K Freundlich-Parameter = 0,1724 [-] 

n Freundlich-Exponent = 0,194 [-] 

Die experimentellen Daten korrelieren im betrachteten Konzentrationsintervall nicht mit der 

Isotherme von Langmuir (R² = 0,9559; Daten nicht dargestellt), da die dort zugrunde gelegten 

Annahmen, energetisch gleichwertiger Adsorptionsplätze (homogene Adsorbensoberfläche) und 

eine lediglich monomolekular stattfindende Beladung, nicht zutreffen [257, 258]. Die 

Aktivkohleoberfläche zeichnet sich durch eine inhomogene Verteilung von Bindungsstellen aus. 

Gleichzeitig ist anzunehmen, dass die Bindung der GOS einer Physisorption entspricht, bei der 

die Ausbildung von Multischichten über eine Wechselwirkung zwischen den Adsorptmolekülen 

wahrscheinlich ist [258]. 

5.5.4 Charakterisierung der aufgereinigten GOS aus Molke 

Abschließend soll nun die mittels Adsorption aufgereinigte GOS-Fraktion aus Molke hinsichtlich 

der Kettenlängenverteilung charakterisiert werden, um einen Vergleich mit kommerziell 

erhältlichen GOS-Produkten anstellen zu können und eine Aussage hinsichtlich der präbiotischen 

Wirkung zu treffen. Durch die Aufreinigung des GOS-haltigen MPK mittels Adsorption wird der 

GOS-Anteil an der Gesamtzuckerfraktion im Schnitt von 25 auf 90 Gew.-% (Kapitel 5.5.2) erhöht. 

Somit liegt die Reinheit der GOS über der des in Europa industriell eingesetzten Produktes 

Vivinal ® GOS (60 Gew.-% GOS [106]) sowie der anderer etablierter Produkte (Tabelle 2-1). 

Lediglich das Produkt King-Prebiotics ® GOS weist mit 99 Gew.-% einen höheren Anteil auf. 

Die Zusammensetzung der Saccharidfraktion gemäß Kettenlängenverteilung ist in Abbildung 

5-42 für eine Probe GOS-haltigen MPK vor sowie nach der Aufreinigung dargestellt. 

Der Anteil an Disacchariden wird hierbei analog zu dem der Lactose durch die 

Aktivkohleadsorption reduziert, wodurch höher polymerisierte GOS anteilsmäßig steigen. Ein 

Vergleich der Kettenlängenverteilung mit den Daten kommerzieller GOS-Produkte (Tabelle 2-2) 

zeigt, dass die GOS-Fraktion aus Molke einen sehr hohen Anteil an Trisacchariden aufweist, der 

in dieser Form lediglich beim japanischen Produkt Oligomate von Yakult Honscha anzutreffen ist. 

Im Vergleich zum Vivinal ® GOS zeichnet sich das in dieser Arbeit hergestellte Präparat durch 

einen geringeren Anteil an Di- und Pentasacchariden und einen äquivalenten Anteil an 

Tetrasacchariden aus. Am ehesten entspricht die Kettenlängenverteilung der des amerikanischen 

Produktes Purimune von GTC Nutritions. 

99



70 

60 

GOS aus MPK 

GOS nach Aufreinigung 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

Di- Tri- Tetra- Penta- 

Saccharide 

Abbildung 5-42: Zusammensetzung der Saccharidfraktion des GOS-haltigen MPK (ohne Lactose, Glucose 

und Galactose) 

Die präbiotische Wirkung von GOS hängt von ihrer chemischen Struktur ab, das heißt von der 

Kettenlängenverteilung sowie dem Verknüpfungsmuster zwischen den Monosaccharideinheiten. 

Barboza et al. (2009) [269] untersuchen die selektive Fermentation von GOS im 

Kettenlängenbereich von drei bis acht durch vier Bifidobakterien-Stämme. Sie zeigen, dass jeder 

Stamm bevorzugt Oligosaccharide einer bestimmten Monosaccharidanzahl abbaut. Cardelle- 

Corbas et al. (2011) [247] setzen fünf Trisaccharide einzeln ein, um die Fähigkeit von 12 

Bifidobakterien-, Lactobacillen- und Streptococcen-Stämmen zu ermitteln, diese zu 

verstoffwechseln. Auch hier zeigen sich eine stammspezifische Selektivität bezüglich 

unterschiedlicher Monosaccharideinheiten und deren Bindungsstellen untereinander. Goh et al. 

(2015) [270] fassen in ihrem Review aktuelle Studien zur Genom Sequenzierung probiotischer 

Bakterien zusammen, um die metabolischen Mechanismen im Zusammenhang mit präbiotischen 

Kohlenhydraten näher zu erläutern. Da sich die mikrobielle Darmflora von Mensch und Tier aus 

einer Population unterschiedlichster Bakterien, die synergetisch wirken, zusammensetzt, kann 

auf Basis der GOS-Struktur allein kein Rückschluss auf die präbiotische Wirkung gezogen 

werden. Ein GOS-Produkt aus Molke muss anhand von (klinischen) Studien bewertet werden. 

Für Säuglingsnahrung wird jedoch vor allem eine Mischung von kurzkettigen Galacto- und 

langkettigen Fructooligosacchariden im Verhältnis GOS:FOS = 9:1 empfohlen, da diese 

Zusammensetzung der Molekulargrößenverteilung der neutralen Fraktion der Human-Milch- 

Oligosaccharide entspricht [191, 271, 272]. Ein hoher Anteil an Trisacchariden in der GOS- 

Fraktion aus Molke ist vor diesem Hintergrund somit günstig. 

100



Anhand des Screenings unterschiedlicher Aktivkohlen erweist sich die TC303 für die Adsorption 

von GOS als am besten geeignet, da sie im direkten Vergleich die höchste GOS-Beladung bei 

gleichzeitig hoher Selektivität aufzeigt. Hierbei korreliert die Affinität der unterschiedlichen 

Saccharide zur Aktivkohle mit der Anzahl an Monosacchariduntereinheiten und der damit 

einhergehenden Erhöhung der Hydrophobizität. Weiterhin nehmen die Konzentrationsverhältnisse 

der Komponenten und die sterische Hinderung, die durch die Aktivkohlecharakteristik 

bestimmt wird, bei der Trennung der Komponenten Einfluss. Das Adsorptionsgleichgewicht 

lässt sich im Bereich von Konzentrationen bis 20 g/L adäquat über die Isothermengleichung 

nach Freundlich beschreiben. 

Die selektive Adsorption von GOS gegenüber den anderen Sacchariden, insbesondere Lactose, 

wird bei den durchgeführten Untersuchungen im Säulensystem noch erhöht. Aus den 

Ergebnissen geht der Volumenstrom als signifikanter Einflussparameter heraus, da über diesen 

kinetische Einflüsse auf die Adsorption/Desorption im Säulensystem vermindert werden können. 

Die Optimierung der Zusammensetzung der Desorptionslösung stellt eine EtOH-Konzentration 

von mindestens 50 Vol.-% als notwendig heraus. Bis zu 70 % der gebundenen GOS können 

hierbei letztlich in der Desorptionsfraktion wiedergefunden werden. Die Reinheit der 

Oligosaccharide bezogen auf die Gesamtsaccharidfraktion wird durch die Adsorption/Desorption 

von 26 auf rund 90 Gew.-% erhöht. Der angestrebte Zielwert von 60 Gew.-% (Tabelle 2-1), der 

sich an kommerziellen GOS-Präparaten orientiert, wird somit deutlich übertroffen. Diese Methode 

ermöglicht gleichermaßen die effektive Abtrennung der Nebenprodukte der enzymatischen 

Umsetzung (Glucose, Galactose) und der Inhaltsstoffe aus der ursprünglichen Molke (Milchsäure, 

Salzen). Ebenso wird der Anteil des Substrats Lactose auf 10 Gew.-% verringert. In acht 

aufeinanderfolgenden Ad- bzw. Desorptionzyklen wird die Mehrfachnutzung der Kohle ohne 

signifikanten Kapazitätsverlust aufgezeigt. 

101

6 Prozessalternativen und Kostenabschätzung 


In den vorangegangenen Kapiteln wurde eine Herstellung von GOS aus Sauermolke 

experimentell erarbeitet. Im Einzelnen wurden die Vorbehandlung der Molke mittels 

Membrantechnik (NF), die GOS-Synthese aus Molke unterschiedlicher Konzentrierungsstufen 

(absatzweise im Batch und kontinuierlich im Membranbioreaktor (MBR)) sowie eine Aufreinigung 

der Oligosaccharide (Adsorption) betrachtet. Aus den Ergebnissen resultieren vier mögliche 

Prozessalternativen, die in Abbildung 6-1 dargestellt werden. 

Abbildung 6-1: Darstellung der vier möglichen Prozesse zur Herstellung von GOS aus Molke 

Mittels NF kann die Lactose in der Molke selektiv konzentriert und der zu verarbeitende 

Volumenstrom in den folgenden Prozessschritten reduziert werden. Die Synthese von GOS kann 

sowohl auf Basis der Ausgangsmolke (MP) als auch aus konzentrierter Molke (NF-MPK) erfolgen. 

Hierbei kann das Enzym im Membranbioreaktor (MBR) mittels UF wiedergewonnen und 

mehrmals verwendet oder nach einmaliger Nutzung im Batch durch eine Hitzebehandlung 

(Pasteurisation) inaktiviert werden. Letztlich müssen die GOS mittels Adsorption von den 

Inhaltsstoffen der Molke und den anderen Zuckern getrennt werden. 

Im Folgenden werden die Prozessalternativen nun anhand einer ersten Kostenabschätzung 

verglichen und bewertet. Hierdurch soll die unter wirtschaftlichen Gesichtspunkten optimale 

Verfahrensvariante zur Herstellung von GOS aus Molke identifiziert werden. Es sollen zunächst 

zwei Fragen beantwortet werden: 

1. Ist die Vorbehandlung der Molke mittels NF aus wirtschaftlicher Sicht sinnvoll? 

2. Ist eine Wiedergewinnung und Mehrfachnutzung der Enzyme im Membranbioreaktor 

(UF) gegenüber der einmaligen Verwendung im Batch (Pasteurisation) aus 

wirtschaftlicher Sicht sinnvoll? 

102


Zur Beantwortung dieser Fragen wird zunächst eine vollständige Kostenabschätzung der ersten 

beiden Verfahrensschritte (Vorbehandlung der Molke und GOS-Synthese) durchgeführt. Im 

Anschluss erfolgt eine überschlägige Kostenabschätzung der GOS-Aufreinigung, um der 

abschließenden Frage nachzugehen: 

3. Ist die wirtschaftliche Herstellung eines GOS-Produktes aus Molke realisierbar? 

6.1 Identifizierung der optimalen Verfahrensvariante 

Die Bewertung der vier genannten Prozessalternativen soll auf Basis der Herstellkosten von GOS 

in einem industriellen Maßstab erfolgen. Hierzu wird ein Produktionszyklus von 9 h mit einem 

anschließenden 4-stündigen Reinigungszyklus der Membranen zugrunde gelegt. Die Betriebszeit 

der Anlage wird mit 8000 h/a veranschlagt, sodass 615 Zyklen pro Jahr gefahren werden können. 

Die Abschätzung erfolgt beispielhaft auf Basis der in Abbildung 9-12 bis Abbildung 9-15 im 

Anhang vorgestellten Bilanzen. Als Substrat in Prozess 1 sollen 2000 L/h Molke (MP) verarbeitet 

werden. Unter Einbeziehung von Membranleistungsdaten und GOS-Ausbeuten aus den 

vorangegangenen Kapiteln, werden hieraus 800 L/h 22 Gew.-% GOS-haltiges MPK synthetisiert, 

das heißt 60,9 kg/h an GOS bzw. 548,1 kg GOS pro 9-stündigem Produktionszyklus. Vereinfacht 

wird hierbei angenommen, dass beim An- und Abfahren der Anlage keine Verluste auftreten. Um 

eine Vergleichbarkeit der Prozessalternativen zu gewährleisten, werden die Prozesse 2 bis 4 so 

ausgelegt, dass ebenso viel GOS wie in Prozess 1 hergestellt wird. Unter Einbeziehung der 

geringeren Ausbeute beim Einsatz nicht aufkonzentrierter Molke (Abbildung 5-20) müssen in 

Prozess 2 und 4 mehr MP eingesetzt werden. Ebenso ist bei der Synthese im Membranbioreaktor 

(UF) mit einer geringeren Ausbeute zu rechnen als im Batch (Pasteurisation) (Tabelle 5-9). Die 

Anzahl der Membranmodule (NF und UF) richtet sich nach der geforderten Konzentrat- 

/Permeatleistung und wird anhand der experimentell ermittelten spezifischen Leistungsdaten 

beim Einsatz von MP oder MPK berechnet (Tabelle 9-23 im Anhang). Die Enzymkonzentration 

wird je nach eingesetztem Medium (MP/MPK) so gewählt, dass das GOS-Optimum nach einer 

(mittleren) Reaktionszeit von etwa 1 h erreicht wird. 

In Abbildung 6-2 ist exemplarisch das Fließbild der Prozessvariante 1 dargestellt. Die 

Abbildungen der anderen drei Alternativen sind im Anhang hinterlegt (Abbildung 9-16 bis 

Abbildung 9-18). Die Investitionskosten werden mittels Zuschlagsmethode nach [198] ermittelt. 

Hierbei umfassen die Kalkulationen die in den Verfahrensfließbildern abgebildeten Tanks, 

Filtrationsanlagen, Pumpen sowie den Wärmetauscher für die Pasteurisation. 

103


T vorlage 

Milchsäure, Salze 

Abwasser 

GOS haltiges MPK 

MP 

P Vordruck 

(NF) 

P Hochdruck 

(NF) 

NF 

Enzym 

UF 

T Produkt 

CIP Reinigungsmittel + 

Prozesswasser 

Enzym 

P CIP 

(NF) 

P Dosierung 

MPK 

T Reaktion 

P umwälz 

(UF) 

Enzym + GOS haltiges MPK 

CIP Reinigungsmittel + Prozesswasser 

P CIP 

(UF) 

Abbildung 6-2: Verfahrensfließbild der Prozessvariante 1 

Tabelle 6-1 zeigt eine Auflistung der Investitionskosten nach Prozessschritten [273]. Hierbei 

werden Tanks (inklusive Sensorik) für die Vorlage bzw. das Produkt jeweils in den nachfolgenden 

bzw. vorangegangenen Prozessschritt eingerechnet. Die Kosten für die Filtrationsstufen 

umfassen neben den Kosten für die benötigte Anzahl an Membranmodulen und deren Verrohrung 

untereinander, die benötigten Pumpen (auch diejenigen für die Reinigung: CIP = cleaning in 

place), Mess- und Regelungstechnik, Ventile sowie die Steuerung bzw. elektrische Anbindung. 

Hauptposition des GOS-Syntheseschritts ist der Reaktionstank (inklusive Sensorik). Zusätzlich 

werden die Dosierpumpe sowie die Vorlagepumpe in Prozess 2 und 4 hier mitberücksichtigt. Die 

Kosten für die Pasteurisation werden ebenso wie diejenigen der anderen Positionen (Tanks und 

Pumpen) gemäß der Größe bzw. des zu verarbeitenden Volumenstroms angesetzt. Die Kosten 

für die Pumpe und den Produkttank sind zudem enthalten. Der Kapitalbedarf der Anlage 

errechnet sich aus dem Basispreis für die einzelnen Anlagen über einen Gesamtfaktor (Tabelle 

9-24 im Anhang). Dieser Faktor deckt die Kosten für direkte (z. B. die Apparatemontage) und 

indirekte (z. B. Engineering) Nebenpositionen ab und entspricht dem Zahlenwert 3,55. 

104

Kosten [€/kg GOS ] 


Tabelle 6-1: Investitionskosten der vier Prozessalternativen 

Prozessschritt 

Prozess 1 

[€] 

Prozess 2 

[€] 

Prozess 3 

[€] 

Prozess 4 

[€] 

Nanofiltration 105.900 - 96.900 - 

GOS-Synthese 5.100 23.600 5.100 23.600 

Ultrafiltration 176.100 127.479 - - 

Pasteurisation - - 58.775 110.132 

Summe (Basispreis für die 

Zuschlagskalkulation [273]) 

Kapitalbedarf der Anlage 

(Faktor 3,55) 

287.100 151.079 160.775 133.732 

1.019.205 536.330 570.751 474.749 

Prozess 1 besitzt mit etwa 1 Mio. € die höchsten Investitionskosten, da hier sowohl NF als auch 

UF-Anlagen eingeplant werden. Der Entwurf von Prozess 4 zeichnet sich durch die geringste 

Komplexität aus. In Summe müssen nur die Hälfte der Investitionskosten der Prozessvariante 1 

kalkuliert werden. 

Die Betriebskosten (Abbildung 6-3) der vier Prozessalternativen umfassen die elektrische Energie 

für den Betrieb der Pumpen, Dampf zum Aufheizen der CIP-Lösungen (Reinigung) und für den 

Betrieb der Pasteurisation sowie das Prozesswasser, das für die Reinigung benötigt wird. 

3,5 

3 

2,5 

Abwasserbehandlung 

elektrische Energie 

Prozesswasser 

Dampf 

2 

1,5 

1 

0,5 

0 

Prozess 1 Prozess 2 Prozess 3 Prozess 4 

Abbildung 6-3: Betriebskosten inklusive der Abwasserkosten der vier Prozessalternativen 

105



Zusätzlich werden hier die Kosten für die Abwasserbehandlung bzw. -aufbereitung mit 

aufgenommen, die formal nicht zu den Betriebskosten zählen, da sie unabhängig vom 

Produktionsdurchsatz der Anlage in gleicher Höhe anfallen. Da im Rahmen dieser Arbeit 

vorrangig eine vergleichende Abschätzung unterschiedlicher Prozessalternativen erfolgt, wird 

keine explizite Unterscheidung zwischen fixen und variablen Kosten unternommen. Die 

Abhängigkeit der Kostenstruktur einer Herstellung von GOS aus Molke von der 

Produktionsmenge ist nicht Ziel dieses Kapitels, sodass die nachfolgende Zuordnung der 

Abwasserbehandlung zu den Betriebskosten an dieser Stelle möglich ist. 

Den größten Anteil an den dargestellten Kosten nehmen die Abwasserkosten ein. So muss 

beispielsweise bei Prozess 1 bei einer fünfstufigen Reinigung pro Reinigungszyklus mit 130 m³ 

Abwasser aus der NF (CIP + NF-Permeat), 150 m³ aus der UF sowie weiteren 30 m³ Spülwasser 

aus der Restanlage (Tanks, Rohrleitungen) gerechnet werden. Pro m³ werden 5 € für die 

Entsorgung veranschlagt. Somit entfallen 1.550 € Abwasserkosten pro Reinigungszyklus auf eine 

GOS-Menge von 548,1 kg pro 9-stündiger Produktionsdauer. Dies entspricht 2,83 € pro kg GOS. 

Die Betriebskosten der Prozesse 2 bis 4 fallen geringer aus, da hier eine geringere Anzahl an 

Membrananlagen mittels CIP Prozess gereinigt werden muss. 

Zu den Verbrauchsmaterialien (Abbildung 6-4) der vier Prozessalternativen zählen die Molke 

(MP), die Membranen (inklusive deren Austausch), CIP Reinigungsmittel und das Enzym. Hierbei 

spielen die Membrankosten bei einer Standzeit von 0,5 bzw. 1 Jahr für NF bzw. UF wie auch die 

CIP Reinigungsmittel nur eine untergeordnete Rolle. 

6 

Enzym Molke CIP Reinigungsmittel Membran 

5 

4 

3 

2 

1 

0 


Abbildung 6-4: Verbrauchsmaterialkosten der vier Prozessalternativen 

Die Kosten für die Molke pro kg GOS hängen von der benötigten Menge ab, die ursächlich von 

der GOS-Ausbeute der jeweiligen Verfahrensvariante bestimmt wird. Die Molke wird hier mit 

106



einem Preis von 100 €/m³ kalkuliert, obgleich diese als Neben- bzw. Reststrom der 

milchverarbeitenden Industrie gilt. Der Wert der Molke ist ursächlich der enthaltenen Lactose 

zuzuschreiben. Diese wird industriell aus Molke gewonnen und findet Einsatz in der 

Lebensmittelindustrie. Molke bzw. Lactose werden dabei jedoch zunehmend als 

Überschussprodukt angesehen. Ein negativer Preistrend ist zu erwarten. Die Bestimmung der 

Enzymkosten erfolgt unter der Annahme, dass der Biokatalysator über 9 h hinweg 

wiederverwendet werden kann. 

Prozess 1 zeichnet sich durch die geringsten Verbrauchsmittelkosten aus, da vergleichsweise 

wenig Molke eingesetzt werden muss und das Enzym wiedergewonnen wird. Obgleich bei 

Prozess 4 weder Membran- noch CIP Reinigungsmittelkosten anfallen, sind hier demgegenüber 

die Verbrauchsmittelkosten mit 5,62 €/kgGOS am höchsten. 

Weitere Kosten (Personalkosten, Kapitalkosten, Sonstige Kosten) sind im Anhang dargestellt. 

Letztlich mündet die Aufstellung der einzelnen Kostenarten in den Herstellkosten für GOS aus 

Molke ohne Einbeziehung der weiteren Aufreinigung (Abbildung 6-5). 

Hierbei zeigt sich, dass Prozess 1 (8,48 €/kgGOS) und Prozess 3 (7,83 €/kgGOS) die höchsten 

Herstellkosten aufweisen. Prozess 2 und 4 stellen die kostengünstigeren Verfahrensvarianten 

dar. Hier liegen die Herstellkosten bei 6,83 und 6,56 €/kgGOS. Hauptanteil an den Herstellkosten 

nehmen die Verbrauchsmaterialien ein, gefolgt von den Betriebskosten. 

9 

8 

7 

6 

5 

4 

3 

2 

1 

0 

Verbrauchsmaterial 

Betriebskosten 

Kapitalkosten 

Personalkosten 

Sonstige 


Abbildung 6-5: Herstellkosten der vier Prozessalternativen 

107


Anhand der Ergebnisse können nun Antworten auf die oben genannten Fragen formuliert werden. 

1. Ist die Vorbehandlung der Molke mittels NF aus wirtschaftlicher Sicht sinnvoll? 

Die Herstellkosten der Prozessalternativen 1 und 3 weisen die höchsten Werte auf. Genau bei 

diesen Alternativen ist die NF zur Konzentrierung von Molke vorgesehen. Zurückzuführen ist dies 

vor allem auf die Höhe der Betriebskosten, deren Wert ursächlich den Abwasserkosten der 

Membranreinigung (CIP) zuzuschreiben ist. Zwar wird, wie gewünscht, eine Minimierung des in 

den nachfolgenden Prozessstufen zu verarbeitenden Molkenvolumenstroms sowie ein Anstieg 

der GOS-Ausbeute mit der Zunahme der Lactosekonzentration in der Molke erzielt, jedoch 

kompensiert dies nicht die Mehrkosten. Vielmehr muss z. B. die UF in Prozess 1 größer 

dimensioniert werden als in Prozess 2, da durch die vorherige Konzentrierung der Molke durch 

die NF ein Leistungseinbruch der UF von 17 auf 6 L/(m²·h) ausgeglichen werden muss (Tabelle 

9-23 im Anhang). Hiermit gehen erhöhte Membran- sowie Abwasserkosten einher. Letztlich stellt 

sich somit die weiterführende Frage: 

Unter welchen Voraussetzungen wäre eine Vorbehandlung der Molke mittels NF 

wirtschaftlich sinnvoll? 

Zur Beantwortung dieser Frage müssen die Herstellkosten verglichen werden. Prozess 1 weist 

gegenüber Prozess 2 um 24 % erhöhte Kosten auf; bei Prozess 3 sind es im Vergleich zu 

Prozess 4 19,4 %. Durch die Konzentrierung von MP zu MPK wird die GOS-Ausbeute im 

vorliegenden Fall von 16 (Prozess 2) auf 22 (Prozess 1) bzw. von 20,5 (Prozess 4) auf 27 

(Prozess 3) Gew.-% gesteigert (Abbildung 9-12 bis Abbildung 9-15 im Anhang). Diese Zunahme 

reicht bisher nicht, um die Mehrkosten der Konzentrierung zu decken. Die Frage ist somit letztlich: 

Wie hoch müsste die durch die Konzentrierung der Molke mittels NF erzielbare 

Ausbeutesteigerung sein, damit die Kosten der NF gedeckt werden? 

In Abbildung 6-6 sind die spezifischen Herstellkosten der Prozessalternativen in Abhängigkeit 

von der GOS-Ausbeute dargestellt. Ausgehend von den experimentell bestimmten Werten 

(schwarze Symbole) wird die Ausbeute der jeweiligen Alternative erhöht (weiße Symbole), um 

den Einfluss auf die Kosten darzustellen. 

108




9 

8 

7 

6 

5 

4 

3 

2 

1 

0 

10 20 30 40 50 

Ausbeute [Gew.-%] 

Abbildung 6-6: Abhängigkeit der Herstellkosten von der GOS-Ausbeute für die vier Prozessalternativen 

(schwarze Symbole: experimentell bestimmte Ausbeuten und reale Herstellkosten; weiße Symbole: fiktive 

Ausbeute zur Darstellung der Abhängigkeit von GOS-Ausbeute und Herstellkosten) 

In Prozess 1 muss hiernach ein Wert von mindestens 27 Gew.-% erzielt werden, um äquivalente 

Herstellkosten wie in Prozess 2 zu erreichen. In Prozess 3 muss durch die Konzentrierung mittels 

NF eine Ausbeute von mindestens 35 Gew.-% erlangt werden. Nur dann ist die NF im 

Prozessentwurf im direkten Vergleich zur Verfahrensvariante 4 aus wirtschaftlicher Sicht sinnvoll. 

Die maximale GOS-Ausbeute, die durch das Enzym aus A. oryzae bei optimalen 

Prozessbedingungen zu erzielen ist, liegt bei rund 27 Gew.-% (Kapitel 5.2.4). Somit ist der NF- 

Schritt aus wirtschaftlicher Sicht allein durch eine Optimierung der Synthesereaktion nicht 

vertretbar. 

2. Ist eine Wiedergewinnung und Mehrfachnutzung der Enzyme im Membranbioreaktor 

(UF) gegenüber der einmaligen Verwendung im Batch (Pasteurisation) aus 

wirtschaftlicher Sicht sinnvoll? 

Für die GOS-Synthese werden Enzymkonzentrationen von 2 (MP) bzw. 8 g/L (MPK) eingesetzt 

(Abbildung 9-12 bis Abbildung 9-15). Die Mehrfachnutzung der Enzyme innerhalb des 9- 

stündigen Produktionszyklus reduziert deren Kosten von 2,57 (Prozess 3) bzw. 2,11 (Prozess 4) 

auf 0,35 (Prozess 1) bzw. 0,30 (Prozess 2) €/kgGOS. Diese Kostenreduktion muss jedoch gegen 

die Ausgaben für den Betrieb der Filtrationsanlage gerechnet werden. Der Hauptkostenpunkt an 

dieser Stelle ist die Abwasserbehandlung, für die 5 €/m³ berechnet werden. Unter der bisherigen 

Annahme, dass 30 €/kgEnzym veranschlagt werden müssen, zeichnet sich Prozess 1 durch höhere 

Herstellungskosten aus als Prozess 3. Ebenso ist beim Einsatz von MP diejenige 

Verfahrensvariante kostengünstiger, die die Pasteurisation anstelle der UF-Einheit vorsieht. Im 

Folgenden werden deshalb die Grenzwerte der Preise für das Enzympräparat und die 

109




Abwasserbehandlung ermittelt, für die sich die Wiedergewinnung des Biokatalysators über eine 

UF gerade noch rechnet (Abbildung 6-7). 

12 

Prozess 1 Prozess 2 


12 



10 

10 

8 

8 

6 

6 

4 

4 

2 

2 

0 

0 2 4 6 8 10 12 

0 

0 10 20 30 40 50 60 

Abwasserpreis [€/m³] 

Enzympreis [€/kg] 

Abbildung 6-7: Herstellkosten der vier Prozessalternativen in Abhängigkeit vom Abwasser- (links) und 

Enzympreis (rechts) 

Aus den Abbildungen wird ersichtlich, dass die Enzymwiedergewinnung mittels UF in Prozess 1 

kostengünstiger ist, solange der Abwasserpreis unter 2,71 €/m³Abwasser (30 €/kgEnzym) oder der 

Enzympreis über 38,61 €/kgEnzym (5 €/m³Abwasser) liegt. Für Prozess 2 und 4 liegen die Grenzwerte 

bei 3,28 €/m³Abwasser und 34,49 €/kgEnzym. Diese Abschätzung ist dabei lediglich für die in dieser 

Arbeit eingesetzten Parameterkonstellationen und die erzielten Ausbeuten gültig. Für die 

Kalkulation werden einerseits die Ergebnisse des kontinuierlichen Verfahrens (nicht des Recycle- 

Batch-Verfahrens) zugrunde gelegt (Prozess 2). Andererseits besteht nicht ausgeschöpftes 

Optimierungspotenzial unter Einsatz von MPK (Prozess 1; Kapitel 5.4.3). Somit handelt es sich 

an dieser Stelle um eine worst case Abschätzung der Enzymwiedergewinnung. Weiterhin sei auf 

Abbildung 6-6 verwiesen, aus der eine deutliche Abhängigkeit der Herstellkosten von der GOS- 

Ausbeute ersichtlich wird. Die Ausbeute in Prozess 1 muss hier lediglich um zwei Punkte auf 

24 Gew.-% erhöht werden, um diese Prozessvariante gegenüber Prozess 3 aus wirtschaftlicher 

Sicht interessanter zu machen. In Prozess 3 muss lediglich eine Erhöhung der Ausbeute um 

einen Punkt auf 17 Gew.-% erfolgen, um die Enzymwiedergewinnung gegenüber dem Einsatz 

der Pasteurisation in Prozess 4 rentabel zu machen. Beim Recycle-Batch-Verfahren werden im 

Labormaßstab unter Einsatz von MP bereits 18,5 Gew.-% GOS erzielt, sodass ein wirtschaftlicher 

Einsatz der UF zur Enzymwiedergewinnung abschätzbar ist. 

110


6.2 Betrachtung des Gesamtverfahrens 

Der kommerzielle Erfolg eines GOS-Präparates aus Molke setzt voraus, dass dieses ähnliche 

Spezifikationen erfüllt wie bereits etablierte Produkte. Hierzu müssen die Reststoffe aus der 

Molke (Milchsäure, Salze) sowie die Nebenprodukte der Synthesereaktion (Mono- und 

Disaccharide) von den Oligosacchariden abgetrennt werden. Mittels Aktivkohle-Adsorption ist 

dies realisierbar (Kapitel 5.5). Nachfolgend soll nun geklärt werden, ob eine Übertragung des 

genannten Aufreinigungsverfahrens in den industriellen Maßstab und letztlich eine wirtschaftliche 

GOS-Produktion aus Molke insgesamt möglich sind. 

In Tabelle 9-31 im Anhang erfolgt zu diesem Zweck zunächst eine Übertragung der Parameter 

der Laborversuche auf den angestrebten industriellen Maßstab, um anschließend eine 

überschlägige Auslegung und damit Kostenabschätzung durchführen zu können. Da die 

Zusammensetzung des GOS-haltigen MPK in Prozess 3 der in den Laborversuchen eingesetzten 

Konzentration entspricht, wird die Adsorption beispielhaft für eben diese Prozessalternative 

ausgelegt. Nach einem 9-stündigen Produktionszyklus fallen in Prozess 3 5,87 m³ GOS-haltiges 

MPK an (Abbildung 9-12 im Anhang). Für die Adsorption wird eine Belastung des Festbettes mit 

dem 0,32-fachen Volumen an Feedlösung gewählt, da sich dieses Verhältnis in den 

Laborversuchen (Abbildung 5-38) vor dem Hintergrund einer möglichst hohen Beladung bei 

gleichzeitig hoher Abreicherung der GOS aus der Feedlösung als zweckmäßig erwiesen hat. 

Somit müssen 18,34 m³ Aktivkohle, die unter Berücksichtigung der Schüttdichte von 240 kg/m³ 

(Tabelle 9-19) ein Gewicht von 4,4 t aufweisen, eingesetzt werden. Dieser Wert liegt dabei im 

Bereich des typischen industriellen Adsorberbettvolumens von 10 - 50 m³ [257]. Unter 

Verwendung des im Labor eingesetzten Volumenstroms von 0,32 BV/h müssen im industriellen 

Maßstab 5,87 m³/h an Feedlösung über den Adsorber gepumpt werden. Da sich die Beladung 

mit der Verringerung des Volumenstroms erhöht, wäre auch eine kontinuierliche Beschickung des 

Festbetts im Verlauf des 9-stündigen Produktionszyklus möglich. Für Aktivkohle kann im Mittel 

ein Preis von 1,125 €/kg veranschlagt werden [257]. Somit ergeben sich Kosten von 4.952,81 €. 

Unter der Annahme, dass die Aktivkohle über 1 Jahr hinweg ohne nennenswerten 

Kapazitätsverlust wiederverwendbar ist, ergeben sich spezifische Kosten von 0,015 €/kgGOS. 

Die Desorption wird in dieser Arbeit mittels eines EtOH/Wasser-Gemisches (50 Vol.-%) 

durchgeführt. Für die Desorption wurde in den Laborversuchen das 3,2-fache des 

Adsorberbettvolumens eingesetzt (Tabelle 9-31 im Anhang), sodass im hier betrachteten Fall der 

Prozessalternative 3 je 29,35 m³ EtOH und H2O kalkuliert werden. Bei industriellen 

Flüssigphasen-Adsorptionsprozessen werden für die Desorption laut Bathen und Breitenbach 

(2001) [257] 1,5 bis 3 Bettvolumina gewählt. In Tabelle 9-32 im Anhang erfolgt eine Aufstellung 

der Kosten der Desorption unter Berücksichtigung eines Systems zur Lösemittelrückgewinnung 

[274]. Letztlich ergibt sich für die Aufreinigung ein Wert von 1,81 €/kgGOS, der sich unter 

Einbeziehung des GOS-Verlustes von 40 % (10 % Adsorption; 30 % Desorption) auf 2,53 €/kgGOS 

erhöht (Tabelle 9-33 im Anhang). Rein rechnerisch weist die wässrige Produktfraktion nach der 

Lösemittelrückgewinnung eine GOS-Konzentration von rund 10 g/L auf. 

111


3. Ist die wirtschaftliche Herstellung eines GOS-Produktes aus Molke realisierbar? 

Für die überschlägige Kalkulation der Herstellkosten eines GOS-Produktes aus Molke werden 

die Kosten für die Aufreinigung mittels Aktivkohle-Adsorption zu den Herstellkosten summiert. Es 

ergeben sich daraus Werte zwischen 9,09 (Prozess 4) und 11,01 €/kgGOS (Prozess 1). Das 

kommerzielle Vivinal ® GOS wird zu Preisen von 8 - 10 €/kgGOS gehandelt [273]. Dabei weist das 

Produkt eine geringere GOS-Reinheit auf, als das in dieser Arbeit synthetisierte, zeichnet sich 

jedoch durch einen höheren Trockensubstanzgehalt aus (Kapitel 2.3.4). Prinzipiell liegen die 

Kosten der Herstellung eines GOS-Produktes aus Molke somit in einem realistischen Bereich. 

Eine wirtschaftliche GOS-Synthese scheint angesichts des bisher nicht ausgeschöpften 

Optimierungspotenzials möglich. Eine Kostenreduzierung könnte durch eine Optimierung der 

vorgestellten Prozessalternativen erfolgen. Die Minimierung der Abwassermenge und eine 

Nutzung aller Molkeninhaltsstoffe sollten unter wirtschaftlichen und ökologischen 

Gesichtspunkten angestrebt werden. Bisher ist ein 5-stufiger Reinigungszyklus unter Einsatz von 

Enzym-, Säuren- und Laugenreinigern für die Membrananlagen vorgesehen. Ob ein derartiger 

Reinigungsaufwand in einem 9 h Intervall notwendig ist, muss in der Praxis validiert werden. Des 

Weiteren wird das Permeat der NF (Prozess 1 und 3) bisher zum Abwasser gezählt. Dieses 

enthält jedoch > 10 g/L Milchsäure in einer Reinheit von > 70 %. Pro Jahr fallen so mehr als 70 t 

der Säure als Nebenprodukt an. Milchsäure besitzt ein breites Anwendungsfeld und gewinnt als 

Grundstoff zur Herstellung biobasierter Polymere zunehmend an Bedeutung [275]. Eine 

vollständige Verwertung der in der Molke enthaltenen Lactose ist aufgrund der parallel zur 

Transgalactosylierung auftretenden Hydrolyse der GOS im Reaktionsverlauf nicht möglich. Die 

nach der Adsorption anfallende abgereicherte Lösung könnte jedoch wiederum mittels NF 

konzentriert und einer erneuten enzymatischen Umsetzung unterzogen werden. Auch hierdurch 

sind eine Reduzierung von Abwasser und eine vollständigere Verwertung der Molkeninhaltsstoffe 

möglich. Der GOS-Verlust im Aufarbeitungsschritt ist insbesondere bei der Desorption mit 30 bis 

40 % bisher noch zu hoch, um eine Umsetzung des Verfahrens im großen Maßstab zu realisieren. 

Eine Optimierung kann an dieser Stelle wesentlich zur Kostenreduktion beitragen. Eine 

Reduzierung des Desorptionsvolumens und den damit verbundenen Ausgaben für die 

Lösemittelrückgewinnung sollte angestrebt werden. Eine Optimierung der Säule sowie der 

Adsorbenspackung können zu einer besseren Durchströmung der Schüttung führen und bessere 

Ergebnisse erbringen. 

6.3 Zusammenfassung 

Auf Basis der experimentellen Ergebnisse vorangegangener Untersuchungen können vier 

mögliche Verfahrensvarianten zur Herstellung von GOS aus Molke identifiziert werden. Diese 

unterscheiden sich anhand der Komplexität und den damit einhergehenden Investitionskosten. 

Ein Vergleich der jeweiligen Herstellkosten von GOS zeigt, dass die Wiedergewinnung der 

Enzyme mittels UF gegenüber der einmaligen Verwendung im Batch (Inaktivierung über eine 

Pasteurisation) höhere Kosten nach sich zieht. Jedoch ist dieses Ergebnis angesichts der starken 

112


Abhängigkeit der Herstellkosten von der GOS-Ausbeute nur bedingt gültig. Entscheidend ist hier 

zudem das Verhältnis der Enzymkosten zu denen der Abwasseraufbereitung. Die Konzentrierung 

der Molke mittels NF rentiert sich dagegen nicht, da die Reduzierung des zu verarbeitenden 

Volumenstroms und die Ausbeutesteigerung durch die höhere Lactosekonzentration im 

Syntheseschritt nicht ausreichen, um die Mehrkosten der Membrananlage zu kompensieren. 

Dennoch könnte die NF vor dem Hintergrund der Optimierung des Gesamtverfahrens insgesamt 

zweckmäßig sein, da sie die Gewinnung von Milchsäure als Nebenprodukt über das Permeat 

erlauben und zu einer vollständigeren Verwertung der Lactose beitragen könnte. Die errechneten 

Kosten für ein GOS-Produkt aus Molke liegen im Bereich des Preises kommerzieller Produkte. 

Die Möglichkeit einer Umsetzung in die industrielle Praxis besteht insbesondere in Anbetracht 

bisher nicht ausgeschöpfter Optimierungspotenziale, die in zukünftigen Arbeiten adressiert 

werden müssen. 

113

7 Zusammenfassung und Ausblick 


Als präbiotisch wirksame Inhaltsstoffe rücken die Galactooligosaccharide (GOS) zunehmend in 

den Fokus der Lebens- sowie Futtermittelindustrie. Bisher beschränken sich kommerziell 

etablierte Herstellungsoptionen sowie die Untersuchungen in der wissenschaftlichen Literatur 

vorwiegend auf die Betrachtung der Transgalactosylierungsreaktion im neutralen pH-Bereich auf 

Basis synthetischer Lactoselösungen. In dieser Arbeit wird die GOS-Synthese demgegenüber 

ausgehend von Molkenpermeat (MP) untersucht, um eine Wertschöpfung dieses Neben- bzw. 

Reststroms der Lebensmittelindustrie zu ermöglichen. 

Um die für die GOS-Synthese notwendigen hohen Lactosekonzentrationen zu erzielen, erfolgt 

die Vorbehandlung des MP mittels Nanofiltration (NF). Aus dem Screening unterschiedlicher 

Membranen geht die Desal-5DK als am besten geeignet hervor. Sie ermöglicht die 

Konzentrierung des MP bis hin zu einem Trockensubstanzgehalt (TS) von rund 40 %, so dass 

nahezu eine Verdopplung der bisher in der Literatur genannten Konzentrierungswerte [62, 65, 

200] erreicht wird. Für den Verlauf der Konzentrierung wird die Rückhaltecharakteristik der 

Molkeninhaltsstoffe in Abhängigkeit vom TS-Gehalt des Konzentrats ausführlich beschrieben. 

Insbesondere wird die permeat- und konzentratseitige Verteilung der Ionen im Bereich von TS- 

Werten über 25 % betrachtet. Dabei spielen für die Rückhaltecharakteristik neben sterischen 

Einflüssen, die Konzentrationsverhältnisse der einzelnen Inhaltsstoffe, elektrostatische 

Wechselwirkungen zwischen den geladenen Komponenten der Molke und den Festionen der NF 

sowie das Donnan-Potenzial eine entscheidende Rolle. 

Die enzymatische Umsetzung von Lactose zu GOS wird durch den Einsatz einer β-Galactosidase 

aus Aspergillus oryzae im sauren pH-Bereich untersucht. Aus der Charakterisierung des Enzyms 

bezüglich seiner Aktivität und Stabilität in Abhängigkeit von dem pH-Wert, der Temperatur, den 

Nebenprodukten sowie den Molkeninhaltsstoffen geht die Eignung des Biokatalysators für den 

Einsatz des zuvor hergestellten Molkenpermeatkonzentrats (MPK) hervor. Das Aktivitäts- und 

Stabilitätsoptimum des Enzyms liegt bei pH 4,5 und damit im pH-Bereich der eingesetzten 

Feedlösung. Bei der Temperatur muss ein Kompromiss zwischen dem Aktivitätsmaximum bei 

55 °C und dem Stabilitätsoptimum bei niedrigeren Temperaturen geschlossen werden. 

Calciumsalze stimulieren die enzymatische Aktivität, während Galactose als kompetitiver Inhibitor 

wirkt. Auf Basis synthetischer Lactoselösungen werden relevante Einflussparameter der GOS- 

Synthesereaktion identifiziert. Während die Kinetik der enzymatischen Umsetzung von der 

Konzentration des Biokatalysators abhängt, ist eine Ausbeutesteigerung der GOS-Synthese bis 

maximal 27 Gew.-% lediglich durch die Erhöhung der Lactoseausgangskonzentration zu erzielen. 

In dieser Arbeit konnte eine erfolgreiche Übertragung der GOS-Synthese von synthetischen 

Lactoselösungen auf MP/MPK erzielt werden. Dabei ist ein Einfluss der hohen Salzkonzentration 

auf die GOS-Ausbeute im Vergleich zur reinen Lactoselösung nachweisbar. 

Durch die Kopplung der enzymatischen Umsetzung im Rührkessel mit einer Ultrafiltrationseinheit 

wird die Wiedergewinnung des Biokatalysators erzielt. Unter Berücksichtigung der GOS-Kinetik, 

der Enzymkonzentration, der Membranleistung und der Verweilzeit des Produktes, wird dabei 

114


eine GOS-Synthese im Membranbioreaktor sowohl im Recycle-Batch- als auch im 

kontinuierlichen Betrieb dargestellt. 

Aufgrund der charakteristischen Eigenschaften des MPK erfolgt eine adsorptive Aufreinigung der 

gebildeten GOS. Bedingt durch ihre hohe selektive Adsorptionskapazität gegenüber den anderen 

getesteten Aktivkohlen wird hierbei die TC303 als Adsorbens eingesetzt. Das Adsorptionsgleichgewicht 

lässt sich adäquat über die Freundlich-Isothermengleichung beschreiben. 

Untersuchungen im Säulensystem zum Einfluss des Volumenstroms, die Wahl einer geeigneten 

Belastung des Festbetts mit GOS-haltigem MPK bei der Adsorption sowie der Einsatz 

unterschiedlicher ethanolhaltiger Lösungen zur Desorption der gebundenen GOS liefern die 

Voraussetzungen für eine erfolgreiche Abtrennung von GOS aus der komplexen MPK-Lösung. 

Dabei ist es gelungen, die GOS-Reinheit (bezogen auf die Gesamtsaccharidfraktion) auf 

90 Gew.-% zu erhöhen und eine Wiederfindung in der Desorptionsfraktion von rund 70 % zu 

erzielen. Ebenfalls konnte die Wiederverwendbarkeit der Aktivkohle über mehrere Ad- und 

Desorptionszyklen aufgezeigt werden. Die Charakterisierung der aufgereinigten GOS-Fraktion 

aus MPK zeigt vor dem Hintergrund ihrer präbiotischen Wirkung eine geeignete 

Kettenlängenverteilung. 

Die experimentellen Ergebnisse liefern die Grundlage für die Entwicklung verfahrenstechnischer 

Herstellungsoptionen von GOS aus MP. Um die unter wirtschaftlichen Gesichtspunkten optimale 

Verfahrensvariante zu identifizieren, werden abschließend die Herstellungskosten von vier 

Verfahrensvarianten gegenübergestellt. Während sich die Mehrkosten der NF zur Konzentrierung 

der Molke nicht über die hierdurch erzielbare Ausbeutesteigerung decken lassen, scheint eine 

kontinuierliche GOS-Herstellung durch die Wiedergewinnung des Biokatalysators mittels UF 

gegenüber dem reinen Batch-Betrieb trotz Ausbeuteverlusten in Anbetracht nicht ausgeschöpfter 

Optimierungspotenziale zukünftig realisierbar. 

Der Einsatz von Molke zur Herstellung von GOS führt zu einem Prozess, welcher die erfolgreiche 

Wertschöpfung eines Reststroms der Lebensmittelindustrie erlaubt. Im Rahmen zukünftiger 

Arbeiten sollten weiterführende Konzepte zur ganzheitlichen Nutzung der Molkeninhaltsstoffe 

entwickelt werden. Hier ist der Fokus einerseits auf eine Gewinnung von Milchsäure, z. B. aus 

dem Permeat der NF, andererseits auf die vollständige Verwertung der Lactose nach der GOS- 

Abtrennung zu legen. Im Einzelnen können Untersuchungen zur Konzentrierung von 

Mehrkomponentensystemen mittels NF im Hochdruckbereich zu einem besseren Verständnis der 

wechselseitigen Beeinflussung geladener Komponenten und der damit einhergehenden 

Rückhaltecharakteristik beitragen. Zudem kann eine kontinuierliche GOS-Synthese im 

Rohrreaktor vor dem Hintergrund der Reaktionskinetik zweckmäßig sein, da dieser Reaktortyp 

eine Einstellung der Verweilzeit und des Konzentrationsprofils der Reaktionsteilnehmer 

ermöglicht. Letztlich sollte eine weitere Optimierung der Aufreinigung hinsichtlich der 

Durchströmung der Säule erfolgen. Die Berechnungsmatrix der Herstellungskosten eines GOS- 

Produktes aus Molke bietet die Grundlage für die Implementierung weiterer Daten aus 

Experimenten im größeren Maßstab. 

115

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139

9 Anhang 

9 Anhang 

9.1 Anhang zu Kapitel 2 

Tabelle 9-1: Literaturübersicht über die Konzentrierung von Molke mittels NF 

Substrat Versuchsbedingungen Ergebnis Quelle 

Molkenpermeat 

Sauermolke 

(TS 5,57 %; 

pH 4,54) 

Sauermolke 

(pH 4,5) 

Polyamid Membran 

RA-55 (Millipore) 

400 Da; 10 – 20 bar; 30 °C 

Spiralmodul 

Polyamid Composit Membran 

200 – 300 Da; 20 – 23 bar; 

20 – 22 °C 

Plattenmodul 

Polymere Composit Membran 

28 – 38 bar; 38 – 40 °C 

VCR 6 5 

Lactose 20 – 25 % 

VCR 3 

TS 17,39 % 

Lactose 11,87 % 

Demineralisierung 40 % 

Entsäuerung 30 % 

VCR 4 

TS 19,3 % 


[200] 

[64] 

[276] 

Sauermolke 

(TS 6,85 %, 

pH 4,35) 

Spiralmodul 

Composit Membran 

13,4 bar; 40 – 45 °C 

VCR 3 

TS 18,6 % 


[201] 

Sauermolke 

Plattenmodul 

Polyamid Membran 

XN45 (TriSep Corporation) 

300 Da; 40 °C; 2 MPa 

VCR 4 

TS 20 % 

[277] 

Sauermolke 

(TS 6,23 %; 

pH 4,54) 

Desal-5 (Osmonics) 

2 – 3,4 MPa; 12 – 30 °C 

TS 23,8 % 


[278] 

Süßmolke 

(Lactose 50,6 g/L; 

pH 6,2) 

Süßmolke 

(TS 4.63–5.71 %; pH 

6,21 – 6,7) 

Süßmolke 

(TS 5,16 %; 

pH 6,0) 

Süßmolkenpermeat 

(Lactose 39,1 g/L; 

pH 6,1 – 6,5) 

Plattenmodul 

Polyester Composite Membran 

NFT50 (DSS, Dänemark) 

3 MPa; 25 °C 

Spiralmodul 

Polyamide Membran 

DK2540C (Osmonics) 

200 Da; 2 MPa 

Desal-5DK (Osmonics), NF-45 

(Filmtec), SR1 (Koch-fluid systems) 

1,5 – 2 MPa 

15 – 20 °C 

Spiralmodul 

DS-5DL (Osmonics) 

150 – 300 Da; 0,5 – 2,5 MPa; 

16 – 18 °C 

VCR 5 

TS 25 % 

Demineralisierung < 40 % 

VCR 4 


VCR 5 

TS 17,3 – 17,9 % 

Lactose 128 – 136 g/L 


VCR 2 

Lactose 66,7 g/L 

[62] 

[66] 

[208] 

[67] 

6 

VCR: Volume Concentration Ratio 

140

9 Anhang 

Tabelle 9-2: Literaturüberblick zur kontinuierlichen GOS-Synthese im UF-Membranbioreaktor (UF-MBR) im 

Vergleich zur Batch-Synthese im Rührkesselreaktor (STR) 

mikrobieller 

Ursprung/ 

Enzym 

A. oryzae 

A. oryzae 

(Gammalactase 

A50P) 

K. lactis 

(Maxilact ® 

L2000) 

K. lactis 

(Maxilact ® 

LX5000) 

K. lactis 

(Maxilact ® 

L2000) 

K. lactis 

(Maxilact ® 

L2000) 

K. lactis 

(Maxilact ® 

LX5000) 

P. furiosus 

S. solfataricus 

Versuchsbedingungen Ergebnis Quelle 

cLactose = 270 g/L 

cEnzym = 4,5 g/L 

pH 4,5 

T = 40 °C 

cLactose = 17 – 23 Gew.-% 

pH 4,7 

T = 50 °C 

Pilotmaßstab: 

cLactose = 20 Gew.-% 

pH 7,5 

T = 40 °C 


cEnzym = 2,5 Gew.-% 

pH 6,7 

T = 40 °C 

Labormaßstab: 


cEnzym = 0,1 Vol.-% 

pH 7 

T = 45 °C 

Pilotmaßstab: 


cEnzym = 0,5 Vol.-% 

pH 7 

T = 45 °C 

cLactose im Puffer = 198 g/L 

cLactose aus Molkenpulver = 

197 g/L 

cLactose aus Molkenpermeat = 

201 g/L 

cEnzym = 6 U/mL 

pH 6,75 

T = 37 °C 

cLactose = 170 g/L 

T = 70 °C 

pH 5,5 

STR 

cGOS = 55 g/L 

(20 Gew.-%) 

UF-MBR 

cGOS = 60 g/L 

(22 Gew.-%) 

UF-MBR 

Je nach Verweilzeit 15 – 34 Gew.-% 

UF-MBR 

19 – 20 Gew.-% 

UF-MBR 

38 Gew.-% 

STR 

5,1 

gGOS/100gMedium 

STR 

- 

STR 

cGOS, Lactose = 

26 g/L 

(13 Gew.-%) 

cGOS, Molkenpulver = 

31 g/L 

(16 Gew.-%) 

cGOS, Permeat = 

33 g/L 

(16 Gew.-%) 

UF-MBR 

4,5 


(20 Gew.-%) 

UF-MBR 

6,5 


(31 Gew.-%) 

UF-MBR 

cGOS, Lactose = 9 g/L 

(4,5 Gew.-%) 

cGOS, Molkenpulver = 

21 g/L 

(10,7 Gew.-%) 

cGOS, Permeat = 

17 g/L (8,3 Gew.- 

%) 

90 – 100 mM GOS 

P. furiosus: Ergebnis vergleichbar mit 

Batch-Prozess 

S. solfataricus: 25 % mehr GOS wird 

im UF-MBR synthetisiert 

[279] 

[131] 

[142] 

[135] 

[133] 

[165] 

141

9 Anhang 

Tabelle 9-3: Literaturüberblick zur Aufreinigung von GOS 

Nanofiltration 


Celluloseacetat Membran 

(Crossflow, 40 °C, 2 bar) 

Feed: Zuckerlösung mit 150 g/L 

NF-3/NF-2 (Sepro Co., USA) 

Diafiltration, 50 °C, 6 bar 

Spiral Modul 

Feed: Zuckerlösung mit 50,3 

g/L 

- 18,8 Gew.-% Monosaccharide 

- 44,8 Gew.-% Lactose 

- 36,4 Gew.-% GOS 

NF-TFC-50 (Intersep Ltd, UK) 

40 bar 

Diafiltration im Dead End 

Betrieb; 

4 Zyklen 

Feed: 2 g/100mL Vivinal ® GOS 

76,6 Gew.-% Di- und 

Oligosaccharide 

23,4 Gew.-% 

Monosacchride 

NF-CA-50 (Intersep Ltd., UK) 

DS-5DL (Osmonics Desal, 

France) 

Kontinuierliche Crossflow 

Diafiltration 

Feed: ca. 0,08 g/mL 

Vivinal ® GOS 

Rückhalt 7 : 

55 % Monosaccharide 

77 % Lactose 

87 % GOS-2 (Disaccharid) 

100 % GOS-3 (Trisaccharid) 

90,5 % der Monosaccharide und 52,5 % 

der Lactose abgetrennt 

54,5 Gew.-% Oligosaccharidreinheit 

(Verbesserung um den Faktor 1,5) 

70 % Oligosaccharidwiederfindung 

Reinheit 

83,7 Gew.-% Di- und Oligosaccharide 

16,3 Gew.-% Monosaccharide 

Wiederfindung 

19 % Monosaccharide 

88 % Di- und Oligosaccharide 

Rückhalt / Wiederfindung: 

NF-CA-50 (25 °C; 13,8 bar) 

43 / 18 % Glucose 

83 / 62 % Lactose 

93 / 84 % Oligosaccharide 

DS-5DL (60 °C; 13,8 bar) 

23 / 18 % Glucose 

58 / 89 % Lactose 

83 / 98 % Oligosaccharide 

[174] 

[173] 

[280] 

[172] 

Cellulose Acetat Membran 

500 bzw. 1000 Da, 200 kPa, 

Diafiltration über 5 h 


NP030 (Microdyn-Nadir, DE) 

Polyethersulfon, 400 Da, 35 °C, 

3 MPa, Dead End Filtration 

Feed: 100 g/L 

Gesamtzuckerkonzentration 

16,6 Gew.-% GOS 

17,7 Gew.-% Lactose 

 

 

47,1 Gew.-% Glucose 

18,6 Gew.-% 

Galactose 

100 % der ursprünglichen Mono-, Di-, und 

Oligosaccharide im Permeat 

keine Trennung 

61 % GOS-Wiederfindung 

GOS-Reinheit von 16,6 auf 30 Gew.-% 

gesteigert 

[177] 

[169] 

7 

Werte aus dem Diagramm (Fig. 9, links) abgelesen 

142

9 Anhang 

NP030 (Microdyn-Nadir, DE) 

Polyethersulfon, 400 Da, 5 °C, 

45 bar, Dead End Filtration 

Feed: 216 g/L 


58,5 Gew.-% 



 

 

25 Gew.-% Glucose 

16,5 Gew.-% 

Galactose 

81,6 % GOS-Wiederfindung 

GOS-Reinheit von 58,5 auf 84,5 Gew.-% 

gesteigert 

[265] 

Fortsetzung von Tabelle 9-3: Literaturüberblick zur Aufreinigung von GOS 

Fermentation 


S. cerevisiae 

37 °C; 2 – 24 h 


S. cerevisiae 

30 °C; 32 h 

Feed: 

193,2 g/L GOS 

79,29 g/L Disaccharide 

120,45 g/L Glucose 

57,06 g/L Galactose 

K. marxianus 

40 °C, pH 3,5, 24 h 

Feed: 50 Gew.-% (Enzym aus 

A. oryzae) 

191,1 g/L GOS-3 – 5 

287,1 g/L GOS-2 + 

Lactose 

187,6 g/L Monosaccharide 

3-schrittige Fermentation 

1. S. cerevisiae NCDC 50 

2. K. lactis NCDC 115 

3. L. helveticus BCDC 288 

Feed: 

108 g/L GOS 

61 g/L Disaccharide 

117 g/L Monosaccharide 

3-schrittige Fermentation 

1. S. cerevisiae (pH = 7; 24 h) 

2. S. thermophilus (pH = 6,6; 

26 h) 

3. S. cerevisiae (20 h) 

Feed: Ausgangsreinheit von 

40 – 60 % GOS 

vollständiger Abbau von Glucose und 

Galactose nach 10 h 

Partieller Abbau von 

Glucose (um 92,1 %) 

Galactose (um 3,6 %) 

100 % Wiederfindung an GOS und Lactose 


gesteigert 

GOS-Reinheit von 27 auf 95 Gew.-% 

gesteigert 

[177] 

[178] 

[239] 

Partieller Abbau von Mono- (um 90,8 %) und 

Disacchariden (um 80,3 %) 


gesteigert [266] 

GOS-Reinheit von 40 auf ≥ 95 Gew.-% 

gesteigert [176] 

143

9 Anhang 


Aktivkohle-Adsorption 


3 g Aktivkohle (Darco G60, 

100 mesh; Sigma Aldrich) 

Adsorption: Batch, 30 min 

Waschschritt: 25 mL EtOH 

1, 5, 8, 10, 

15 Vol.-% 

Desorption: 100 ml EtOH 50 Vol.- 

%; 30 min 

Feed: Vivinal ® GOS 

(0,5 g/100mL; 100 mL) 

7 g Aktivkohle 

Desorption: 

1. H2O 

2. linearer EtOH-Gradient 

(5 – 50 %) 

3. isokratischer Verlauf mit 50 % 

EtOH + 2,5 % HCOOH 

Feed: 5 mL einer 20 %igen 

Zuckerlösung 

33 – 60 Gew.-% GOS 

Vollständige/partielle Abtrennung von 

Monosacchariden (100 %) bzw. 

Disacchariden (94 %) 

GOS-Reinheit auf 92 Gew.-% gesteigert 

2-malige Ad- und Desorption 

GOS-Reinheit auf 97,5 – 99,8 Gew.-% 

gesteigert 

GOS-Wiederfindung 14,1 – 66,3 % 

[177] 

[154] 

Größenausschlusschromatographie 


Bio-Gel P2 (Bio-Rad, Hercules, 

CA, USA) 

Elution mit H2O 

Feed: Vivinal ® GOS (25 g/100mL; 

5 mL) 

Ausbeute 81 – 92 % 

Mono-, Di-, Tri-, Tetra- und Pentasaccharide 

fast vollständig voneinander getrennt; 

langkettige Oligosaccharide mit hoher Reinheit 

gewonnen 

[177] 

Fällung 


Ethanol (> 70 Vol.-%); 10 – 40 °C 

Feed: 28 g/L Saccharidlösung 

15 Gew.-% GOS 

37 Gew.-% Lactose 

48 Gew.-% Monosaccharide 

GOS-Anreicherung um den Faktor 2,3 

Zweifach-Fällung: 

GOS-Reinheit von 15 Gew.-% auf 

75 Gew.-% erhöht 

Monosaccharide von 48 auf 4 Gew.-% reduziert 

GOS-Wiederfindung 6 % 

[187] 

144

9 Anhang 


Überkritisches CO 2 


Optimale Co-Lösung: 5 % Wasser, 95 % 

EtOH 

2-schrittig: 

1) 150 bar, 80 °C, 0,6 mL/min Co- 

Lösung (0 – 3 h) 

2) 100 bar, 100 °C, 0,4 mL/min Co- 

Lösung (3 – 6 h) 

CO2-Flussrate: 1,2 g/min 

Feed: 

28,8 % Tri- + Tetrasaccharide 

52,8 % Disaccharide 

18,4 % Monosaccharide 

GOS-Isomerisierung mit Aluminium oder 

Borat 

Dreischrittige Extraktion 

1) 150 bar, 80 °C, 21 % Co- 

Lösung: EtOH/Wasser: 

95/5 Vol.-% 

(Extraktion Monosaccharide) 

2) 100 bar, 100 °C, 14 % Co- 

Lösung: 95/5 Vol.-% 

(Extraktion Disaccharide) 

3) 150 bar, 80 °C, 21 % Co- 

Lösung: 90/10 Vol.-% 

(Extraktion Trisacchride) 

Feed: 

50,93 – 52,02 Gew.-% 

Monosaccharide 

32,11 – 32,41 Gew.-% 

Disaccharide 

15,57 – 16,96 Gew.-% 

Trisaccharide 

GOS-Reinheit von 28,8 auf 

75 Gew.-% erhöht 

Wiederfindung 95 % 

Auftrennung der Saccharide gemäß 

Polymerisierungsgrad 

Zusammensetzung: 

1) Extraktionslösung 

91,76 – 92,96 Gew.-% 


7,04 – 8,24 Gew.-% 

Disaccharide 


19,92 – 22,61 Gew.-% 

 


80,08 – 77,39 Gew.-% 

Disaccharide 


2,7 – 3 Gew.-% 


 

97 – 97,3 Gew.-% Trisaccharide 

(Wiederfindung 94,76 %) 

[188] 

[189] 

145

9 Anhang 


Oxidation von Lactose und chromatographische Trennung 


Oxidation von Lactose zu 

Lactobionsäure: 

Cellobiose Dehydrogenase 

Ionenaustauschchromatographie 

Abtrennung Lactobionsäure 

Kationenaustauschchromatographie 

Abtrennung von 

Monosacchariden 

Feed: 270 g/L 


41 Gew.-% GOS 

13 Gew.-% Lactose 


Oxidation von Lactose zu 

Lactobionsäure: 

Cellobiose-Dehydrogenase: 

S. rolfsii 

Ionenaustauschchromatographie 


Lactobionsäure 

Kationenaustauschchromatographie 

 

Feed: 

 

 

 


Monosacchariden 

25,5 Gew.-% GOS 



GOS-Wiederfindung 25 % 

GOS-Reinheit von 41 auf 97 Gew.-% 

erhöht (1,2 Gew.-% Lactose, 2,1 Gew.-% 

Monosaccharide) 

[186] 

GOS-Wiederfindung 60,3 % 

GOS-Reinheit von 25,5 auf 99,1 Gew.- 

% erhöht [185] 

146

9 Anhang 

Tabelle 9-4: Kommerziell erhältliche GOS-Produkte 

Hersteller 

GOS-Produkt 

GOS-Reinheit/ 

Spezifikation 

Mikrobieller Ursprung 

Classado Ltd (UK) 

52 Gew.-%; 

Bimuno 

[281] 

β1,3 

Bifidobacterium bifidum 

Fayrefield Foods/ Promovita GOS 

First Milk (UK) [104] Syrup 

Nicht bekannt Nicht bekannt 

Friesland Food Domo 

Vivinal 

(NLD) [106] 

57 Gew.-%; Biolacta® N5 aus Bacillus 

GOS 

β1,4 

circulans 

GTC Nutritions (USA) 

90 Gew.-%; 

Purimune 

[195] 

β1,4 

Bacillus circulans LOB377 

Ingredion 

Bioligo ® GL 5700 

Incorporated (USA) IMF GOS 

57 Gew.-% Nicht bekannt 

International Dairy 

Ingredients Inc. FloraidGOS 39 Gew.-% Aspergillus oryzae 

(CAN) [193] 

Jarrow Formula 

(USA) 

YumYum GOS Nicht bekannt Nicht bekannt 

New San Fransisco 

King- 

Biotechnology 

Prebiotics 

Corporation (CHN) 

99 Gew.-%; 

GOSβ1,4 

1000-P 

[194] 

Bacillus circulans 

Nissin Sugar 

70 Gew.-%; 

Manufacturing Cup-Oligo H70 

β1,4 

Company (JP) [104] 

Cryptococcus laurentii 

Snow Brand (JPN) P7L GOS Nicht bekannt Nicht bekannt 

Oligomate 55N 41,25 Gew.-%; 

(Syrup) 

β1,4 

YC-Y aus Sporobolomyces 

Yakult Honsha (JPN) Oligomate 55NP 55 Gew.-%; 

singularis und GODO-YNL 

[191] 

(Pulver) 

β1,4 

aus Kluyveromyces lactis 

< 99 Gew.-%; 

TOS-100 

β1,4 

147

9 Anhang 

Tabelle 9-5: Kommerzielle β-Galactosidasen 

Marke Hersteller Produkt 

Enzeco ® 

Gamma 

Lactase 

Enzyme 

Development 

Corporation 

Gamma- 

Chemie GmbH 

Enzeco ® 

Fungal 

Lactase 

Gamma- 

Lactase 

A50P 

Mikrob. 

Ursprung 

A. oryzae 

A. oryzae 

Lactase Amano Lactase F A. ozyzae 

Lactase 

Lactozyme ® 

Maxilact ® 

Pectinex ® 

Chr. Hansen 

Novozymes 

DSM 

Novozymes 

Biolacta TM 

FN5 

HA-Lactase 

Lactozyme ® 

pure 6500L 

Lactozyme ® 

pure 2600L 

Lactozyme ® 

3000L HP-G 

Lactozyme ® 

2000L 

Maxilact ® 

L/ LX 2000 

Maxilact ® 

LGX 5000 

Maxilact ® 

LAG 

Maxilact ® A4 

Pectinex ® 

UltraSP-L 

Spezifikation 

pH 4,5, 

T = 40 °C; 

100.000 U/g 

pH 4,5; 

T = 50 °C; 

50.000 U/mL 

pH 5; 

T = 55 °C; 

10.100 U/g 

Quelle 

[143, 144, 

152, 249] 

[131] 

[131, 139] 

B. circulans pH 5 – 6 [147–149] 

K. lactis 

K. lactis 

neutraler pH 

2100 NLU/g; 5200 

NLU/g 

neutraler pH; 

T = 45 °C 

K. lactis neutraler pH 

K. fragilis 3.000 U/mL 

[282] 

K. fragilis Nicht bekannt [282] 

K. lactis 

K. lactis 

K. lactis 

A. oryzae 

A. aculeatus 

pH 7; 

T = 35 – 40 °C; 

2.000 U/g 

pH 7; 

T = 45 °C; 

5.000 U/g 

pH 7 

(für aseptische 

Prozesse; Einsatz in 

der Endverpackung) 

pH 3,5 – 5,5; 

T = 55 °C; 

5000 ALU/g, 

100.000 ALU/g 

pH 4 – 5; 

T = 55 – 60 °C; 

3.800 U/mL 

Tolerase TM DSM Tolerase TM L A. oryzae pH 3,5 – 5,5 

[131, 135, 

137, 142, 

167, 286, 

287, 282] 

[131–133, 

159, 284] 

[155, 285, 

288, 289] 

Herstellerangaben 


[140, 283– 

285, 174] 




148

9 Anhang 


Tabelle 9-6: Chemikalien 

Bezeichnung 

Hersteller 

Calciumchlorid CaCl2 Roth 

Calciumlactat C6H10CaO6 Merck 

Citronensäure C6H8O7 Merck (≥ 99 %) 

D(+)-Galactose C6H12O6 Roth (≥ 98 %, für die Biochemie) 

D(+)-Glucose-Monohydrat C6H12O7 · H2O Merck (für die Mikrobiologie) 

Di-Natriumhydrogenphosphat Na2HPO4 Roth (≥ 98 %) 

Ethanol C2H6O Roth 

Kaliumchlorid KCl Merck (≥ 99,5 %) 

Kaliumsulfat K2SO4 Riedel (≥ 99 %) 

Lactose-Monohydrat C12H22O11 · H2O Merck (für die Mikrobiologie) 

Magnesiumchlorid MgCl2 · 6 H2O VWR 

Magnesiumsulfat MgSO4 · 7 H2O Merck 

Natriumcarbonat Na2CO3 Roth (≥ 99,8 %) 

Natriumchlorid NaCl Merck (für die Mikrobiologie) 

Natriumsulfat Na2SO4 Merck 

o-Nitrophenyl-ß-D-galactopyranosid - Roth 

TergazymeTM-Detergent Powder - Alconox, Inc., USA 

Tabelle 9-7: Geräte 

Bezeichnung 

Hersteller 

Brutschrank MB 6 Binder 

Feinwaage AS 220/C/2 Radwag Elektronische Waagen 

pH-Meter pH-Meter 761 Calimatic Knick 

Photometer Genesys 6 Thermo Electron Corporation 

Schlauchquetschpumpe 101U/R Watson Marlow 

Refraktometer HI96801 HANNA instruments 

Rotationsverdampfer R-215 Büchi Labortechnik 

Rühr- u. Heizplatte MR3001 Heidolph instruments 

Schüttelinkubator Typ 3032 GFL 

Schüttelwasserbad Typ 1086 GFL 

Thermomixer Thermomixer comfort Eppendorf AG 

Trockenschrank MB6 Binder 

Trockenwaage MJ33 Mettler Toledo 

Vortexer VF2 IKA Labortechnik 

Waage 

TE 4101 

Sartorius AG 

FCB 801 

Kern & Sohn 

Zentrifuge ROTINA 420 Sartorius AG 

149

9 Anhang 

Zusammensetzung des Molkenpermeats (MP) 

Folgende Tabellen zeigen die Zusammensetzung unterschiedlicher Chargen Molkenpermeat von 

der Paul Mertens GmbH (Neuenkirchen). 

Tabelle 9-8: Lactose- und Milchsäurekonzentrationen in unterschiedlichen Chargen MP 

Lactose [g/L] 

Milchsäure [g/L] 

150,928 16,473 

133,131 14,637 

134,970 22,560 

133,807 14,856 

126,815 14,026 

132,680 22,016 

134,970 22,560 

135,550 22,696 

138,472 23,545 

158,279 17,928 

148,667 16,027 

Ø 138,934 (± 9,50) Ø 18,848 (± 3,82) 

Tabelle 9-9: Ionenkonzentrationen in unterschiedlichen Chargen MP 

Ca 2+ [g/kg] K + [g/kg] Mg 2+ [g/kg] Na + [g/kg] PO 4 

3- 

[g/kg] Cl - [g/L] 

3,331 1,816 0,294 0,414 4,894 1,292 

4,022 1,996 0,382 0,670 7,159 1,200 

3,907 2,089 0,354 0,451 6,045 1,349 

2,335 1,103 0,214 0,249 3,357 1,411 

Ø 3,399 

(± 0,771) 

Ø 1,751 

(± 0,447) 

Ø 0,311 

(± 0,074) 

Ø 0,446 

(± 0,173) 

Ø 5,364 

(± 1,626) 

Ø 1,313 

(± 0,090) 

Das MP besitzt einen durchschnittlichen TS-Wert (als Summe der gelisteten Inhaltsstoffe) von 

rund 17 %. Der pH-Wert der MP liegt bei durchschnittlich 4,67. 

150

9 Anhang 

Analytik 

Im Folgenden werden zunächst die eingesetzten chromatographischen Verfahren (HPLC, IC, 

ICP-OES; HPLC-FLD) vorgestellt. Diese werden durch die Analytik Abteilung des Fraunhofer- 

Institut für Umwelt-, Sicherheits- und Energietechnik UMSICHT durchgeführt. Alle anderen 

Analysen (oNPG-Assay, Brix/TS-Messung) werden selbstständig vorgenommen. 

Hochleistungsflüssigkeitschromatographie (HPLC) 

Die Konzentrationsbestimmung der Zucker und der Milchsäure erfolgt mittels HPLC. Da keine 

analytischen Standards der GOS existieren, wird das kommerzielle Produkt Vivinal ® GOS als 

Referenzsubstanz zur Identifikation dieser Zuckerfraktion eingesetzt. Abbildung 9-1 zeigt 

Ausschnitte des Chromatogramms. Im linken Bild ist das gesamte Peak Spektrum abgebildet. 

Milchsäure, Glucose, Galactose und Lactose können über Standards (Merck KGaA) detektiert 

und quantitativ erfasst werden. Die verbleibenden Peaks werden im Bild rechts vergrößert 

dargestellt. Eine Überlagerung mit dem Chromatogramm des industriellen GOS-Produktes, 

ermöglicht die Identifizierung von Galactooligosacchariden. Eine Quantifizierung erfolgt über die 

prozentualen Flächenanteile der Peaks und den bekannten Konzentrationen aller anderen 

Komponenten. Die GOS werden hierbei jeweils als Gesamtfraktion gemessen [251]. 

Abbildung 9-1: Chromatogramm der aus Molke synthetisierten GOS-Fraktion (links) und die Überlagerung 

derselben Peaks mit einem Chromatogramm des Vivinal ® GOS (rechts; GOS-Peaks aus Molke bzw. 

Vivinal ® GOS) 

151

9 Anhang 

Nachfolgend sind die Betriebsparameter und Retentionszeiten der Reinstoffe aufgeführt. 

Tabelle 9-10: Parameter der HPLC-Analytik 

Gerät Agilent Technologies HPLC 1200 

Säule 

Phenomenex Rezex ROA-Organic Acid H + (8 %) 250 x 4,6mm 

Injektionsvolumen 20 µL 

Säulentemperatur Isotherm 60 °C 

Runtime 

30 min 

Eluent 

5 mmol H2SO4 

Fuss 

0,2 mL/min 

Detektor 

Brechungsindex RI 

Die Kalibrierung mittels Standard deckt den Bereich zwischen 10 und 2000 mg/L ab. 

Tabelle 9-11: Retentionszeiten der Referenzsubstanzen 

Referenzsubstanz 

Retentionszeit [min] 

Lactose 8,72 

Glucose 10,02 

Galactose 10,60 

Milchsäure 13,29 

152

9 Anhang 

Ionenchromatographie (IC) 

Die Bestimmung von Chlorid- und Phosphat-Ionen erfolgt mittels Flüssigkeitsionenchromatographie 

nach DIN EN ISO 10304-1. Die Bestimmung der Anionen wird mit chemischer 

Suppression über einen Leitfähigkeitsdetektor realisiert. Es wird eine 9 Punkt-Kalibrierung (0,1; 

0,25; 0,5; 0,75; 1,0; 2,5; 5,0; 7,5; 10,0 mg/L) aufgenommen. 

Eine Auflistung der Parameter folgt nachfolgend. 

Tabelle 9-12: Parameter der IC-Analytik 

Gerät Ionenchromatograph von Metrohm der Serie 818 

Säule 

IC-Anionensäule ASupp5-150/4.0 

Injektionsvolumen 20 µL 

Säulentemperatur Raumtemperatur 

Flussrate 

0,7 mL/min 

Druck 

11 MPa 

Eluent 

3,2 mmol Na2CO3/1,0 mmol/L NaHCO3 

Suppressor Chemischer Suppressor 

Regenerierlösung 50 mmol/L H2SO4 

Spüllösung MilliQ-Wasser 

Optische Emissionsspektrometrie mit induktiv gekoppeltem Plasma (ICP-OES) 

Kationen werden qualitativ mit Hilfe der ICP-OES Methode gemessen. Die Kalibrierung basiert 

auf dem Standard MerckX und wird mittels der Computersoftware ICP Expert II ausgewertet. Eine 

Verdünnung der Proben (0,5 – 2 mL) erfolgt mit 69 %iger Salpetersäure (Carl Roth GmbH & Co. 

KG). Nachfolgende Tabellen listen die wesentlichen Parameter dieser Methode. 

Tabelle 9-13: Geräteeigenschaften und Parameter der ICP-OES 

Gerät 

Software 

Probenzufuhr 

Geräteeinstellung 

Probenvolumen 

Chemikalien 

Varian-720 ES 

ICP Expert II 

SPS-3 Probenwechsler 

SeaSpray konzentrischer Zerstäuber für hohe Salzfrachten 

Twister Zyklon-Glaszerstäuberkammer 

Quarzfackel, axial für Anorganik (2,3 mm) 

Plasmagas: 16,5 L/min 

Hilfsgas: 1,5 L/min 

Zerstäuber Gas: 0,70 L/min 

0,5 – 2 mL 

Salpetersäure (Supra-Qualität 69 %, Fa. Carl Roth) 

153

Extinktion bei 420 nm 

9 Anhang 

Tabelle 9-14: Kalibrierung der ICP-OES für das Screening 

Ca 2+ 

[mg/L] 

Fe 3+ 

[mg/L] 

K + 

[mg/L] 

Mg 2+ 

[mg/L] 

Mn 2+ 

[mg/L] 

Na + 

[mg/L] 

MerckX 34,8 0,1 3,5 15,1 0,03 8,9 

Sollwert 35,3 0,1 3,0 15,0 0,03 8,1 

Hochleistungsflüssigkeitschromatographie mit Fluoreszenzdetektor (HPLC-FLD; 

Derivatisierung mit 2-AB) 

Mittels HPLC-FLD (Postcolumn Fluorescence Derivatization) wird in dieser Arbeit eine Aufklärung 

der Kettenlängenverteilung der GOS-Proben durchgeführt. Die Analyse wir durch das externe 

Analysenlabor Galab Laboratories (Hamburg) durchgeführt. 

oNPG-Assay 

Die nachfolgende Abbildung bzw. Tabelle zeigen die Kalibrationsgerade des oNPG-Assays und 

das verwendete Pipettierschema. 

1,8 

1,6 

1,4 

1,2 

1 

0,8 

0,6 

0,4 

0,2 

0 

y = 1,7046x 

R² = 0,9999 

0 0,2 0,4 0,6 0,8 1 

Konzentration oNP [mM] 

Abbildung 9-2: Kalibrationsgerade des oNPG-Assays (n = 3) 

154

9 Anhang 

Tabelle 9-15: Vorschrift zur Durchführung des oNPG-Assays 

oNPG-Lösung 

480 µL 

5,2 g/L im McIlvaine Puffer (pH 4,5) 

Vortemperieren auf 50 °C 

Enzymlösung 

20 µL 

0,04 g/L β-Gal (gr.) im McIlvaine Puffer (pH 4,5) 

Inkubation bei 50 °C; 600 rpm im Thermomixer für t = 10 min 

Natriumcarbonat (0,4 M) 750 µL 

Lagerung der Proben auf Eis 

Vor dem Messen werden die Proben auf Raumtemperatur gebracht und im Verhältnis 1:5 mit 

Natriumcarbonatlösung verdünnt. 

Zur Bestimmung des Einflusses von Molkeninhaltsstoffen auf die enzymatische Aktivität, wird der 

oNPG-Assay in Anwesenheit von Salzen durchgeführt. Die nachfolgende Tabelle gibt einen 

Überblick über die eingesetzten Stoffe sowie deren Konzentrationen. 

Tabelle 9-16: Übersicht über die eingesetzten Salzkonzentrationen zur Bewertung der enzymatischen 

Aktivität 

Eingesetztes 

Salz 

Salz-Konzentration 

im 

Reaktionsvolumen 

[g/L] 

Konzentration des 

Kations im 


[g/L] 

Konzentration des 

Anions im 


[g/L] 

NaCl 0,89 0,35 Na + 0,54 Cl - 

Na2SO4 0,72 0,35 Na + 0,37 SO4 2- 

KCl 3,51 1,84 K + 1,67 Cl - 

K2SO4 2,73 1,84 K + 0,89 SO4 2 

MgCl2 · 6 H2O 6,44 0,77 Mg 2+ 2,25 Cl - 

MgSO4 · 7 H2O 7,81 0,77 Mg 2+ 3,04 SO4 2- 

CaCl2 · 2 H2O 30,23 8,24 Ca 2+ 14,58 Cl - 

Ca-Lactat 63,39 8,24 Ca 2+ 36,63 Lactat 

155

9 Anhang 

Brix-Messung (Refraktometer) und Trockensubstanzbestimmung 

Mittels Refraktometer (HI 96801, Hanna Instruments Inc.) wird die Konzentrierung von MP zu 

MPK unmittelbar im Verlauf der NF-Versuche überwacht. Der Brix-Wert dient der Abschätzung 

des Zucker- bzw. des Trockensubstanzgehalts der Lösungen. Tabelle 9-17 gibt die technischen 

Daten des verwendeten Refraktometers wieder. 

Tabelle 9-17: Technische Daten des Refraktometers HI 96801 

Messbereiche 0 bis 85 % Brix; 0 bis 80 °C 

Auflösung ± 0,1 % Brix; ± 0,1 °C 

Genauigkeit ± 0,2 % Brix; ± 0,3 °C 

Temperaturkompensation automatisch, zwischen 10 und 40 °C 

Messgeschwindigkeit 

Lichtquelle 

Probenmulde 

ca. 1,5 Sekunden 

Gelbe LED 

Edelstahl-Ring mit Flintglasprisma 

Aus den Brix-Werten des Refraktometers wird mittels eines experimentell ermittelten 

Korrekturfaktors der Trockensubstanzgehalt der Probe ermittelt. Eine Korrelation des Brix-Wertes 

mit den entsprechenden Trockensubstanzwerten unterschiedlicher MP/MPK-Proben ergibt, dass 

der reale TS-Gehalt um 8,7 % höher liegt als der gemessene Brix-Wert. 

Filtrationsversuche 

Die Abbildung 9-3 zeigt den Aufbau der Membranrührzellen, die zur Konzentrierung von MP 

eingesetzt werden. Abbildung 9-4 gibt einen Überblick über die technische NF-Anlage. 

D 

Manometer 

Ventil 

Membranrührzelle 

Magnetrührer 

Druckgasflasche 

(Stickstoff) 

Dichtring 

Sinterplatte 

Membran 

Permeat 

Magnetrührplatte 

Auffanggefäß 

Waage 

Abbildung 9-3: Aufbau des Membranrührzellen-Versuchsstands 

156

9 Anhang 

Für die Filtration von MP werden fünf NF-Membranen ausgewählt und hinsichtlich ihrer Eignung 

zur selektiven Konzentrierung von Lactose getestet. Ihre Eigenschaften (Datenblatt) sind 

folgender Tabelle zu entnehmen. 

Tabelle 9-18: Eingesetzte NF-Membranen für die Konzentrierung von Sauermolkenpermeat (MP) in 

Membranrührzellen (Herstellerangaben) 

Bezeichnung 

Material 

Betriebsparameter 

p [bar] 

(Betrieb/Max.) 

T [°C] 

(Betrieb/Max.) 

Salzrückhalt [%] 

(Datenblatt) 

Desal-5DK PA 40/41 RT/50 98 8 MgSO4 

Hersteller 

GE 

Osmonics 

NP030P PES 40/40 RT/95 80 – 95 9 Na2SO4 Nadir 

TS-40 PPA 40/41 RT/50 99 10 MgSO4 TriSep 

TS-80 PA 40/41 RT/45 99 11 MgSO4 TriSep 

XN-45 PA 40/41 RT/45 95 12 MgSO4 TriSep 

Abbildung 9-4: Schematische Darstellung der NF-Membraneinheit im technischen Maßstab (Abbildung 

des Membranmoduls nach [290]) 

8 

Testbedingungen: 2 ppm MgSO4; 7,6 bar; 25 °C 

9 

Testbedingungen: 40 bar, 20 °C, Rührzelle 700 U/min 

10 

Testbedingungen: 2 ppm MgSO4; 110 psi; 25 °C 

11 


12 


157

9 Anhang 

Die Ultrafiltration wird in Plattenmodulen durchgeführt. Abbildung 9-5 zeigt den Aufbau des 

Moduls. Dieses enthält 185 Filtertaschen mit einer Membranfläche von 20 m². Die Außenseite 

der Taschen wird durch die Membran gebildet. Im Innern befindet sich ein Spacer, der beidseitig 

durch ein Schutzvlies von der Membran getrennt wird. Das Permeat gelangt über die Membran 

in das Innere der Taschen und wird über den zentralen Auslass abgeführt. Kunststoffscheiben 

trennen die Taschen voneinander ab und gewährleiten eine gleichmäßige Strömungsführung. 

Hierbei existieren zwei Arten von Scheiben. Trägerscheiben gewährleiten die Überströmung der 

Taschen, während Umlenkscheiben eine Durchströmung des Moduls in Reihe sicherstellen. 

Jeweils drei Trägerscheiben werden durch zwei Umlenkscheiben abgegrenzt. 

Abbildung 9-5: Aufbau des Plattenmoduls mit Membrantaschen und Umlenkscheiben inklusive der 

Strömungsführung (links oben), Aufbau der Filtertaschen (rechts oben) und Draufsicht einer Trägerscheibe 

mit strömungsgebendem Profil (unten) nach [170] 

158

9 Anhang 

Versuche zur Adsorption 

Nachfolgende Tabelle zeigt die getesteten Aktivkohlen sowie deren Eigenschaften. 

Tabelle 9-19: Technische Daten der eingesetzten Aktivkohlen (Herstellerangaben) 

Bezeichnung TC303/TC300 S300 

S1240- 

200plus-M014 

PAK A 

1220H 

CGK 

8*16/90 

Hersteller Silcarbon Silcarbon Silcarbon CarboTech CarboTech 

Material 

Agglomerierte 

Hoch aktivierte 

wasserdampfaktivierte 

aktivierte 

chemisch 

agglomerierte 

Chemisch 

Kornaktivierte 

Korn- Korn- 

Aktivkohle 

Aktivkohle 

Aktivkohle Aktivkohle 

Rohstoff: 

Rohstoff: 

Rohstoff: 

Holz 

Steinkohle 

Steinkohle 

k.a. 

Schüttdichte 240 ± 30 kg/m³ 

460 ± 

30 kg/m³ 

400 kg/m³ 370 g/L k.a 

Körnung 0,5 – 2,0 mm 0,6 – 2,35 mm 

0,425 – min. 90 % 

1,7 mm < 100 µm 

k.a 

Jodzahl > 800 mg/g 950 mg/g 1020 mg/g 

min. 

950 mg/g 

k.a 

Aschegehalt max. 5 % k.a. 10 % 4 % k.a 

Spez. 

Oberfläche 

(BET) 

k.a. 1.050 m²/g 1.050 m²/g 1.500 m²/g k.a 

Gummi-Dichtung 

mit Luer-Lock- 

Anschluss 

Silikonschlauch 

(3 x 5 mm) 

Kunststoffsäule 

(15 x 75 mm) 

Silikonschlauch 

(1,5 x 3 mm) 

Vorlagegefäß mit 

Gummistopfen und 

Kanüle 

Schlauchquetschpumpe 

Glaswolle 

und Luer- 

Lock- 

Anschluss 

Auffanggefäß mit 

Gummistopfen und 

Kanüle 

Abbildung 9-6: Schematische Darstellung des Versuchsaufbaus der Säulenversuche zur Adsorption 

159

9 Anhang 


Chromatogramme 

Pentasaccharide 


Trisaccharide 

Disaccharide 

Glucose + Galactose 

Abbildung 9-7: Chromatogramm der HPLC-FLD Analyse der Zuckerfraktion aus Molke (Analyse 

durchgeführt durch GALAB Laboratories GmbH, Hamburg) 



Trisaccharide 

Disaccharide 

Glucose + Galactose 

Abbildung 9-8: Ausschnitt (Vergrößerung) aus dem Chromatogramm der HPLC-FLD Analyse der 

Zuckerfraktion aus Molke (Analyse durchgeführt durch GALAB Laboratories GmbH, Hamburg) 

160


9 Anhang 

GOS-Synthese unter Einsatz des flüssigen und des granularen 

Enzympräparats 

30 

Enzym (fl.) 

Enzym (gr.) 

20 

10 

0 

0 50 100 150 200 

Zeit [min] 

Abbildung 9-9: GOS-Ausbeute auf Basis von MP (Lactose 138 g/L) in Abhängigkeit vom eingesetzten 

Enzympräparat (β-Gal (gr.) 0,1 g/L; β-Gal (fl.) 2 g/L; pH 4,4; 30 °C) 

Abschätzung der Produktivität 

Zur Bewertung der Verfahrensmodi aus Kapitel 5.4 wird die Produktivität der Prozesse 

abgeschätzt. Hierzu wird die Masse an synthetisiertem GOS (mGOS) in Relation zur eingesetzten 

Masse an Enzym (mEnzym) gesetzt. 

Produktivität [ g g ] = m GOS 

m Enzym 

(37) 

mit 

mGOS, mEnzym 

Masse an GOS bzw. Enzym [g] 

Für die Bestimmung der zeitspezifischen Produktivität wird die Prozesszeit (t) mit in die Gleichung 

aufgenommen. Die Gleichung lautet wie folgt: 

g 

Produktivität [ 

g∙h ]= 

m GOS 

m Enzym ∙ t 

(38) 

mit 

mGOS, mEnzym 

t 

Masse an GOS bzw. Enzym [g] 

Zeit [h] 

161

9 Anhang 

Im reinen Batch-Verfahren werden unter Einsatz von 2 g/L Enzym auf MP (Lactosekonzentration 

140 g/L, 180 mL Reaktionsvolumen) innerhalb von 45 Minuten eine GOS-Ausbeute von 

20,45 Gew.-% und eine Konzentration von 28,63 g/L erzielt. Dies entspricht einer Produktivität 

von 14,32 gGOS/gEnzym (19 gGOS/(gEnzym·h)). 

Für eine Bewertung von Recycle-Batch- und kontinuierlichem Verfahren werden die 

Produktivitäten der beiden Betriebsweisen auf Basis der Ergebnisse der Labor-UF und 

eingesetztem MP abgeschätzt. Unter der Annahme, dass die Konzentration an Lactose in MP bei 

140 g/L liegt und unter Berücksichtigung der mittleren GOS-Ausbeute in den jeweiligen Verfahren 

(Recycle-Batch 18,47 Gew.-%; kontinuierliches Verfahren 16,10 Gew.-%), werden 

Konzentrationen von 25,86 bzw. 22,54 g/L erzielt. Im Recycle-Batch werden in dieser Arbeit in 

250 mL Reaktionsvolumen 0,5 g Enzym (fl.) eingesetzt. Pro Batch werden 180 mL Produktlösung 

abgezogen. Die Gesamtzeit pro Batch setzt sich aus der Vorlaufzeit von 45 min und der 

Filtrationszeit von maximal 32 min (Annahme: Leistung der Membran konstant bei 17 L/(m²·h)) 

zusammen. Pro Batch werden somit 9,3 gGOS/gEnzym innerhalb von 77 min (7,25 gGOS/(gEnzym·h)) 

synthetisiert. Mittels kontinuierlichem Verfahren (0,34 g Enzym in 170 mL Reaktionsvolumen) 

werden bei einer Membranleistung von 5 L/(m²·h) innerhalb einer Stunde 6,63 g GOS pro g 

Enzym hergestellt. 

Der Abschätzung der Produktivität des Recycle-Batch-Verfahrens im Plattenmodul unter Einsatz 

von MPK werden folgende Größen zugrunde gelegt: Eingesetzt werden 8 g/L Enzym in einem 

Reaktionsvolumen von 250 L. Pro Batch werden 150 L Produktlösung abgezogen. Bei einer 

mittleren Membranleistung von 3 L/(m²·h) werden 60 L/h filtriert. Damit beläuft sich die 

Filtrationsdauer auf 2,5 h. Zuzüglich der 30 min Vorlaufzeit, beträgt die Gesamtzeit pro Batch 3 h. 

Bei einer Lactosekonzentration im MPK von 350 g/L und einer Ausbeute von 21,96 Gew.-% GOS 

beträgt deren Konzentration 76,86 g/L. Letztlich ergibt sich eine Produktivität von 

1,92 gGOS/(gEnzym·h). 

162

9 Anhang 

Tabelle 9-20: Zusammenfassung der Parameter und Ergebnisse der Abschätzung der Produktivität der 

Verfahrensmodi 

Batch Recycle-Batch Kontinuierlich 

Medium MP MP MPK MP 

Lactosekonzentration [g/L] 140 140 350 140 

Reaktionsvolumen [L] 0,18 0,25 250 170 

Produktvolumen [L] 

/-volumenstrom * [L/h] 

0,18 0,18 150 0,1 * 

Enzymkonzentration [g/L] 2 2 8 2 

Enzymmenge [g] 0,36 0,5 2000 0,34 

GOS-Ausbeute [Gew.-%] 20,45 18,47 21,96 16,10 

GOS-Konzentration [g/L] 28,63 25,86 76,86 22,54 

GOS-Menge pro Batch [g] 

/GOS Menge pro h * [g/h] 

5,15 4,65 11529 2,25 * 

Zeit [min] 45 77 180 

Produktivität pro Batch [g/g] 14,32 9,30 5,76 

Produktivität [g/(g·h)] 19,09 7,25 1,92 6,63 

Adsorption 

Tabelle 9-21: Zusammensetzung des 25 Vol.-% GOS-haltigen MPK 

Lactose Glucose Galactose Milchsäure GOS 

42,10 ± 1,46 

g/L 

15,05 ± 0,62 

g/L 

4,48 ± 0,19 

g/L 

6,93 ± 0,51 

g/L 

20,53 ± 0,84 

g/L 

52,20 ± 0,50 

Gew.-% 

16,60 ± 0,16 

Gew.-% 

5,75 ± 0,08 

Gew.-% 

- 

25,45 ± 0,26 

Gew.-% 

Tabelle 9-22: Zusammensetzung GOS-haltigen MPK 

Lactose Glucose Galactose Milchsäure GOS 

173,88 ± 9,39 

g/L 

63,97 ± 4,70 

g/L 

18,33 ± 1,42 

g/L 

30,94 ± 2,26 

g/L 

90,28 ± 6,66 

g/L 

50,94 ± 0,85 

Gew.-% 

17,21 ± 0,34 

Gew.-% 

5,43 ± 0,26 

Gew.-% 

- 

26,42 ± 0,49 

Gew.-% 

163

9 Anhang 

Abbildung 9-10: Aktivkohle TC303 (Skalierung in cm) 

Bestimmung der Adsorptionsisothermen 

Eine Bestimmung der Isothermenparameter erfolgt über die Linearisierung der Gleichung von 

Freundlich nach: 

q = K ∙ c n (39) 

log (q) = log (K) + n ∙ log (c) (40) 

Die nachfolgende Abbildung zeigt die Auftragung der experimentell ermittelten Daten zur 

Bestimmung der Isothermenparameter. Anhand der Graphen lassen sich die Parameter der 

Isothermengleichung ablesen. 

Freundlich-Parameter: 

y-Achsenabschnitt = log (K) = -0,7634 K = 0,1724 

Steigung = n = 0,194 

164

log (q) 

9 Anhang 

0 

-2 -1,5 -1 -0,5 0 0,5 1 1,5 

-0,2 

-0,4 

-0,6 

-0,8 

-1 

y = 0,194x - 0,7634 

R² = 0,9738 

-1,2 

log (c) 

Abbildung 9-11: Auftragung der experimentell ermittelten Gleichgewichtswerte der Adsorption von GOS an 

die Aktivkohle TC303 gemäß der Linearisierung nach Freundlich 


Nachfolgend sind die Prozessalternativen, die mittels Kostenrechnung miteinander verglichen 

werden sollen, schematisch dargestellt. Hierin enthalten ist eine grobe Bilanzierung der vier 

Verfahrensvarianten. Da die Zusammensetzung der Ströme nicht vollständig durch einheitliche 

experimentelle Daten abgedeckt werden kann, erfolgt eine kalkulatorische Bilanzierung. Hierbei 

werden die Zusammensetzung des MP (Tabelle 9-8 und Tabelle 9-9) sowie die 

Zusammensetzung der Saccharidfraktion (in Gew.-%; Abbildung 5-33 und Tabelle 5-9) zugrunde 

gelegt. 

Es wird weiterhin angenommen, dass das Enzym, welches durch die UF im System gehalten 

wird, im Reinigungsintervall ausgespült wird (Prozess 1 und 2). Gleiches gilt für den kristallisierten 

Anteil des Calciumphosphats (Prozess 1). 

165

9 Anhang 

Permeat: NF-MPK-Permeat 

[L/h] 1200 

TS [%] 1,618 

[g/L] [kg/h] 

Lactose 1 1,2 

Glucose 0 0 

Galactose 0 0 

GOS 0 0 

Milchsäure 11 13,2 

Salze 4,18 5,016 

Calcium [g/kg] 0,173 0,208 

Kalium [g/kg] 1,690 2,028 Enzym [g/L] 8 

Magnesium [g/kg] 0,003 0,004 Enzym [g] 6400 

Natrium [g/kg] 0,517 0,62 Dichte [g/mL] 1,2 Enzym [g] 6400 

Phosphat [g/kg] 1,060 1,272 Enzym [mL] 5333,3 Calcium [g] 12960 

Chlorid [g/L] 0,737 0,884 Enzym [L] 5,3 Phosphat [g] 25200 

NF 

(VCR ~ 2,5) 

NF 

UF 

Konzentratleistung [L/m²h] 6,51 Permeatleistung [L/m²h] 3 

Module 13,66 Module 13,33 

Membranfläche [m²] 122,93 Membranfläche [m²] 266,67 

Konzentratleistung [L/h] 800 

GOS- 

UF 

Permeatleistung [L/h] 800 

Synthese 

Feed: Sauermolkenpermeat (MP) Konzentrat: Sauermolkenpermeatkonzentrat (MPK) Permeat: GOS-haltiges MPK 

[L/h] 2000 [L/h] 800 [L/h] 800 

TS [%] 17,058 TS [%] 40,218 TS [%] 39,688 

[g/L] [kg/h] [g/L] [kg/h] [g/L] [Gew.-%] [kg/h] 

Lactose 139 278 Lactose 346 276,8 Lactose 138,4 40 110,72 

Glucose 0 0 Glucose 0 0 Glucose 84,77 24,5 67,816 

Galactose 0 0 Galactose 0 0 Galactose 46,71 13,5 37,368 

GOS 0 0 GOS 0 0 GOS 76,12 22 60,896 

Milchsäure 19 38 Milchsäure 31 24,8 Milchsäure 31 24,8 

Salze 12,58 25,16 Salze 25,18 20,144 Salze 19,88 15,904 

Calcium [g/kg] 3,4 6,8 Calcium [g/kg] 8,24 6,592 Calcium [g/kg] 6,44 5,152 

Kalium [g/kg] 1,75 3,5 Kalium [g/kg] 1,84 1,472 Kalium [g/kg] 1,84 1,472 

Magnesium [g/kg] 0,31 0,62 Magnesium [g/kg] 0,77 0,616 Magnesium [g/kg] 0,77 0,616 

Natrium [g/kg] 0,45 0,9 Natrium [g/kg] 0,35 0,28 Natrium [g/kg] 0,35 0,28 

Phosphat [g/kg] 5,36 10,72 Phosphat [g/kg] 11,81 9,448 Phosphat [g/kg] 8,31 6,648 

Chlorid [g/L] 1,31 2,62 Chlorid [g/L] 2,17 1,736 Chlorid [g/L] 2,17 1,736 

Annahme: Dichte von MP/MPK = 1 g/mL 


Abbildung 9-12: Schematische Abbildung der Verfahrensalternative 1 und kalkulierte Prozessbilanz 

166

9 Anhang 

Enzym [g/L] 2 

Enzym [g] 5476,26 

Dichte [g/mL] 1,2 

Enzym [mL] 4563,55 

Enzym [L] 4,56 Enzym [g] 5476,26 

GOS- 

Synthese 

UF 

UF 

Permeatleistung [L/m²h] 17 

Module 8,05 

Membranfläche [m²] 161,07 

Permeatleistung [L/h] 2738,13 

Feed: Sauermolkenpermeat (MP) 

Permeat: GOS-haltiges MP 

[L/h] 2738,1295 [L/h] 2738,1295 

TS [%] 17,058 TS [%] 17,058 

[g/L] [kg/h] [g/L] [Gew.-%] [kg/h] 

Lactose 139,00 380,6000 Lactose 95,91 69 262,6140 

Glucose 0 0 Glucose 13,90 10 38,0600 

Galactose 0 0 Galactose 6,95 5 19,0300 

GOS 0 0 GOS 22,24 16 60,90 

Milchsäure 19,00 52,0245 Milchsäure 19,00 52,0245 

Salze 12,58 34,4457 Salze 12,58 34,4457 

Calcium [g/kg] 3,40 9,3096 Calcium [g/kg] 3,40 9,3096 

Kalium [g/kg] 1,75 4,7917 Kalium [g/kg] 1,75 4,7917 

Magnesium [g/kg] 0,31 0,8488 Magnesium [g/kg] 0,31 0,8488 

Natrium [g/kg] 0,45 1,2322 Natrium [g/kg] 0,45 1,2322 

Phosphat [g/kg] 5,36 14,6764 Phosphat [g/kg] 5,36 14,6764 

Chlorid [g/L] 1,31 3,5869 Chlorid [g/L] 1,31 3,5869 




167

9 Anhang 

Permeat: NF-MPK-Permeat 

[L/h] 977,778 

TS [%] 1,618 

[g/L] [kg/h] 

Lactose 1,00 0,9778 

Glucose 0 0 

Galactose 0 0 

GOS 0 0 

Milchsäure 11,00 10,7556 

Salze 4,18 4,0871 

Calcium [g/kg] 0,1733 0,1695 

Kalium [g/kg] 1,6900 1,6524 Enzym [g/L] 8 

Magnesium [g/kg] 0,0033 0,0033 Enzym pro Zyklus [g] 46933,33 

Natrium [g/kg] 0,5167 0,5052 Dichte [g/mL] 1,20 

Phosphat [g/kg] 1,0600 1,0364 Enzym [mL] 39111,11 

Chlorid [g/L] 0,7367 0,7203 Enzym [L] 39,11 

Enzym [L/h] 4,35 

NF 

(VCR ~ 2,5) 

NF 

Konzentratleistung [L/m²h] 6,51 

Module 11,13 

Membranfläche [m²] 100,16 

Konzentratleistung [L/h] 651,85 

GOS- 

Synthese 

Pasteur 

Pasteurisation 

Feed: Sauermolkenpermeat (MP) Konzentrat: Sauermolkenpermeatkonzentrat (MPK) GOS-haltiges MPK 

[L/h] 1629,6296 [L/h] 651,852 [L/h] 651,85185 

TS [%] 17,058 TS [%] 40,218 TS [%] 40,218 

Enzym [g/L] 8 

[g/L] [kg/h] [g/L] [kg/h] [g/L] [Gew.-%] [kg/h] 

Lactose 139 226,5185 Lactose 346 225,5407 Lactose 171,27 49,5 111,6427 

Glucose 0 0 Glucose 0 0 Glucose 58,82 17 38,3419 

Galactose 0 0 Galactose 0 0 Galactose 22,49 6,5 14,6601 

GOS 0 0 GOS 0 0 GOS 93,42 27 60,90 

Milchsäure 19 30,9630 Milchsäure 31 20,2074 Milchsäure 31 20,2074 

Salze 12,58 20,5007 Salze 25,18 16,4136 Salze 25,18 16,4136 

Calcium [g/kg] 3,4 5,5407 Calcium [g/kg] 8,24 5,3713 Calcium [g/kg] 8,24 5,3713 

Kalium [g/kg] 1,75 2,8519 Kalium [g/kg] 1,84 1,1994 Kalium [g/kg] 1,84 1,1994 

Magnesium [g/kg] 0,31 0,5052 Magnesium [g/kg] 0,77 0,5019 Magnesium [g/kg] 0,77 0,5019 

Natrium [g/kg] 0,45 0,7333 Natrium [g/kg] 0,35 0,2281 Natrium [g/kg] 0,35 0,2281 

Phosphat [g/kg] 5,36 8,7348 Phosphat [g/kg] 11,81 7,6984 Phosphat [g/kg] 11,81 7,6984 

Chlorid [g/L] 1,31 2,1348 Chlorid [g/L] 2,17 1,4145 Chlorid [g/L] 2,17 1,4145 




168

9 Anhang 

Enzym [g/L] 2 

Enzym pro Zyklus [g] 38467,38 

Dichte [g/mL] 1,2 

Enzym [mL] 32056,15 

Enzym [L] 32,06 

Enzym [L/h] 3,56 

GOS- 

Synthese 

Pasteur 


Feed: Sauermolkenpermeat (MP) 

GOS-haltiges MP 

[L/h] 2137,0767 [L/h] 2137,0767 

TS [%] 17,058 TS [%] 17,058 

Enzym [g/L] 2 

[g/L] [kg/h] [g/L] [Gew.-%] [kg/h] 

Lactose 139 297,0537 Lactose 79,23 57 169,3206 

Glucose 0 0 Glucose 20,85 15 44,5580 

Galactose 0 0 Galactose 10,425 7,5 22,2790 

GOS 0 0 GOS 28,495 20,5 60,90 

Milchsäure 19 40,6045 Milchsäure 19 40,6045 

Salze 12,58 26,8844 Salze 12,58 26,8844 

Calcium [g/kg] 3,4 7,2661 Calcium [g/kg] 3,4 7,2661 

Kalium [g/kg] 1,75 3,7399 Kalium [g/kg] 1,75 3,7399 

Magnesium [g/kg] 0,31 0,6625 Magnesium [g/kg] 0,31 0,6625 

Natrium [g/kg] 0,45 0,9617 Natrium [g/kg] 0,45 0,9617 

Phosphat [g/kg] 5,36 11,4547 Phosphat [g/kg] 5,36 11,4547 

Chlorid [g/L] 1,31 2,7996 Chlorid [g/L] 1,31 2,7996 




169

9 Anhang 

Membranleistungsdaten 

Folgende Daten werden der Prozessauslegung und Bilanzierung zugrunde gelegt. Hierbei wird im Falle 

der NF die (flächen-) spezifische Konzentratleistung der Membran für die Bestimmung der benötigten 

Membranmodule herangezogen, während dies bei der UF die Permeatleistung ist. 

Tabelle 9-23: Leistungsdaten der Nanofiltration bei der kontinuierlichen Konzentrierung von MP [255] und der 

Ultrafiltration beim Einsatz von MP und MPK (Kapitel 5.4; [255]) 

Filtrationsart NF UF UF 

Feed MP MP MPK 

Membranfläche pro Filter [m²] 9 20 20 

Flächenspez. Konzentrat-/Permeatleistung [L/(m²·h)] 6,51 17 3 

Verfahrensfließbilder und Investitionskosten 

T vorlage 

Abwasser 

GOS haltiges MP 

T Produkt 

MP 

P Vorlage 

Enzym 

UF 

Enzym 

P Dosierung 

T Reaktion 

P umwälz 

(UF) 

Enzym + GOS haltiges MP 

CIP Reinigungsmittel + Prozesswasser 

P CIP 

(UF) 


170

9 Anhang 

T vorlage 

Milchsäure, Salze 

Abwasser 

MP 

P Vordruck 

(NF) 

P Hochdruck 

(NF) 

NF 


Pasteur 

T Produkt 

CIP Reinigungsmittel + 

Prozesswasser 

Enzym 

P CIP 

(NF) 

P Dosierung 

MPK 

T Reaktion 

P umwälz 

(UF) 

Enzym + GOS haltiges MPK 


T vorlage 

T Produkt 

MP 

P Vorlage 


Pasteur 

Enzym 

P Dosierung 

T Reaktion 

P Pasteur 

Enzym + GOS haltiges MP 


171

9 Anhang 

Tabelle 9-24: Zuschlagsfaktoren für die Berechnung des Kapitalbedarfs der Anlage 

Hauptpositionen 

Apparate und Maschinen 1,00 

direkte Nebenpositionen 

Apparatemontage 0,15 

Rohrleitungen und Armaturen 0,60 

Mess-und Regelungstechnik 0,20 

Elektrotechnik 0,20 

Bauleistungen (Gebäude, Fundamente, Gerüste) 0,65 

Verschiedenes (Isolierung, Feuerschutz, Anschlussleitungen für Energie) 0,15 

indirekte Nebenpositionen 

Planung und Abwicklung (Engineering) 0,4 

Unvorhergesehenes 0,2 

Gesamtfaktor 3,55 

Betriebs- und Verbrauchsmaterialkosten 

Basispreise der Betriebskosten für die elektrische Energie (0,06 €/kWh) und das Prozesswasser 

(0,5 €/m³) werden aus [198] entnommen. Die Kosten für Dampf betragen 30 €/t, diejenigen für die 

Abwasserbehandlung 5 €/m³ [273]. Für die Berechnung des elektrischen Energiebedarfs werden eine 

9-stündige Laufzeit der produktionsangegliederten Pumpen und ein 4-stündiger Betrieb der CIP 

Pumpen angenommen. Hierbei wird deren Leistungsaufnahme aus den jeweiligen Datenblättern in 

Abhängigkeit des benötigten Volumenstroms berechnet. Die Dampfmenge zum Heizen der CIP-Lösung 

entstammt Erfahrungsberichten [273]. Die Dampfmenge für den Betrieb der Pasteurisation wird unter 

der Annahme einer Erwärmung des MP/MPK von 30 °C auf 80 °C und mit den angenäherten Daten für 

die spezifischen Wärmekapazitäten für MP und MPK [291] berechnet. Für die Abwasserbehandlung 

wird angenommen, dass die Membrananlagen aus Prozess 1 mit 120 m³ (UF) und 150 m³ (NF) gereinigt 

werden müssen. Bei einer geringeren Anzahl an Filtern wird dieser Wert entsprechend reduziert. Zudem 

werden jeweils 30 m³ für die Spülung der restlichen Anlage und sofern vorhanden das Permeat der NF 

bilanziert. Das für die Reinigung benötigte Prozesswasser wird analog berechnet. Tabelle 9-25 zeigt 

eine Auflistung der Betriebskosten. 

Für das Verbrauchsmaterial werden Basispreise von 100 €/m³ Molke (MP) sowie 30 €/kg 

Enzympräparat veranschlagt [273]. Für die CIP-Reinigung wird ein mehrstufiger Prozess, bestehend 

aus einer Vorspülung, drei Reinigungsschritten (Enzym + Lauge, Säure, Lauge) und einer Nachspülung 

mit Prozesswasser, vorgesehen [273]. Eine Aufstellung der Verbrauchsmaterialien ist Tabelle 9-26 zu 

entnehmen. Tabelle 9-27 zeigt die Berechnung der Membrankosten. 

172

9 Anhang 

Tabelle 9-25: Betriebskosten (inklusive Abwasserbehandlung) der vier Prozessalternativen (bezogen auf einen 9-stündigen Produktions- und 4-stündigen CIP-Reinigungszyklus) 


elektrische Energie 

[kWh] [€/kg GOS] [kWh] [€/kg GOS] [kWh] [€/kg GOS] [kWh] [€/kg GOS] 

P Vordruck (NF) 13,50 0,00148 - - 11,00 0,00120 - - 

P Hochdruck (NF) 103,50 0,01133 - - 84,33 0,00923 - - 

P CIP (NF) 22,00 0,00241 - - 22,00 0,00241 - - 

P Dosierung 0,00427 0,00000 0,00365 0,00000 0,03129 0,00000 0,02564 0,00000 

P Umwälz (UF) 166,50 0,01823 95,14 0,01042 - - - - 

P CIP (UF) 34,69 0,00380 15,82 0,00173 - - - - 

P Vorlage - - 12,32 0,00135 - - 9,62 0,00105 

P Pasteurisation - - 0,40128 0,00004 - - 1,32 0,00014 

Dampf 

[kg] [€/kg GOS] [kg] [€/kg GOS] [kg] [€/kg GOS] [kg] [€/kg GOS] 

CIP Aufheizung 800 0,04312 287,62 0,01574 300 0,01642 - - 

Pasteurisation - - - - 523,44 0,02865 1961,23 0,10735 

Prozesswasser 

[m³] [€/kg GOS] [m³] [€/kg GOS] [m³] [€/kg GOS] [m³] [€/kg GOS] 

Ansetzen der CIP-Lösung 270 0,24632 86,29 0,07872 120,00 0,10948 - - 

Spülwasser 30 0,02737 30,00 0,02737 30,00 0,02737 30,00 0,02737 

Abwasser 

[m³] [€/kg GOS] [m³] [€/kg GOS] [m³] [€/kg GOS] [m³] [€/kg GOS] 

Reinigung (CIP + Spülung) 300 2,74 116,29 1,06088 150,00 1,37 30,00 0,27369 

NF-Permeat 10,8 0,10 - - 8,80 0,08 - - 

173

9 Anhang 

Tabelle 9-26: Verbrauchsmaterialkosten (bezogen auf einen 9-stündigen Produktions- und 4-stündigen CIP-Reinigungszyklus) 

Menge 


Kosten 

[€/kg GOS] 

Menge 

Kosten 

[€/kg GOS] 

Menge 

Kosten 

[€/kg GOS] 

Menge 

Kosten 

[€/kg GOS] 

Molke (MP) [L] 18.000 3,28 24.643 4,50 14.667 2,68 19.234 3,51 

Enzym [g] 6.400 0,35 5.476 0,30 46.933 2,57 38.467 2,11 

CIP-Mittel [kg] 38 0,29 11,48 0,09 15,48 0,12 - - 

Tabelle 9-27: Membrankosten 

NF 

UF 

Membranaustausch [€/Modul] 1.500 3.000 


Anzahl an Modulen 13,66 11,13 13,33 8,05 

Kosten pro Anlage [€] 20.490 16.695 39.990 24.150 

Standzeit [a] 0,5 0,5 1 1 

Kosten pro Anlage [€/a] 40.980 33.390 39.990 24.150 

Spezifische Kosten pro Anlage [€/kg GOS] 0,122 0,10 0,12 0,07 

174

9 Anhang 

Personal-, Kapital- und sonstige Kosten 

Da die Anlage zur Herstellung von GOS aus Molke in den bestehenden Betrieb der Molkerei 

integriert werden soll und ein hoher Automatisierungsgrad angestrebt wird, wird angenommen, 

dass nur eine geringe Zahl an zusätzlichen Mitarbeitern von der Molkerei angestellt werden muss. 

Hierbei wird die Zahl der Molkereifachkraft-Anlagenführer gemäß der Komplexität der 

Prozessalternative festgelegt. Der Bruttoverdienst von 30.000 € wird mit einem Zuschlag von 

15 % versehen, um Ausgaben für die Sozialversicherung, Schichtzulagen etc. abzudecken [198]. 

Tabelle 9-28: Personalkosten 


Anzahl 3 2 2 1 

Kosten [€/a] 90.000 60.000 60.000 30.000 

Kosten [€/kg GOS] 0,267 0,178 0,178 0,089 

Inklusive 15 % Zuschlag [€/kg GOS] 0,307 0,205 0,205 0,102 

Die Kapitalkosten umfassen die Aufwendungen für die Abschreibung des Anlagenkapitals (10 % 

über 10 Jahre) sowie die Zinsen (6 % des Anlagenneuwerts). Werksgemeinkosten werden hierbei 

im vorliegenden Fall nicht berücksichtigt, da die Anlage in eine bereits bestehende Infrastruktur 

integriert werden soll. Nach Baerns et al. (2006) [198] kann für eine erste Abschätzung ein fester 

Prozentsatz der Investitionskosten als jährlicher Kapitalkostenanteil mit in die Gesamtbilanz der 

Herstellkosten aufgenommen werden. In dieser Arbeit wird hierzu ein Wert von 21,5 % gewählt. 

Tabelle 9-29: Kapitalkosten 


[€/a] 219.129 115.311 122.711 102.071 

[€/kgGOS] 0,650 0,342 0,365 0,303 

Für Wartungs- und Reparaturarbeiten sowie verschiedene produktionsbegleitende Aspekte z. B. 

Verpackung und Analysen werden die Herstellkosten um 2 % erhöht [198]. Diese Kosten werden 

unter sonstige Kosten in der Gesamtbilanz aufgeführt. 

Tabelle 9-30: Sonstige Kosten 


[€/kgGOS] 0,166 0,134 0,154 0,129 

175

9 Anhang 

Übertragung des Adsorptionsverfahrens zur Aufreinigung von GOS aus 

MPK vom Labor in den industriellen Maßstab 

Für die Übertragung des Aufreinigungsverfahrens in den industriellen Maßstab wird das 

Verhältnis des Feed-/Desorptionsvolumens zum Festbettvolumen (Bettvolumen, BV) konstant 

gehalten, gleiches gilt für den Volumenstrom, d.h. die Dauer der Adsorption. Ebenso wird von 

einem konstanten Verhältnis der Schütthöhe (H) und des Säulendurchmessers (D) ausgegangen. 

Für die Desorption werden 58,7 m³ einer 50 Vol.-%igen EtOH-Lösung eingesetzt. Eine 

anschließende Trennung des EtOH von der Produktfraktion muss mittels Lösemittelrückgewinnung 

erfolgen. Hierbei werden rund 0,04 €/kgEtOH kalkuliert [274]. GOS-Verluste 

werden dabei erst abschließend in Tabelle 9-33 berücksichtigt. Für die Berechnungen wird 

angenommen, dass die eingesetzte EtOH-Menge alle sechs Monate ausgetauscht bzw. innerhalb 

eines Jahres um dieselbe Menge ergänzt werden muss. 

Tabelle 9-31: Vergleich der Parameter der Adsorption im Labormaßstab mit denjenigen des industriellen 

Maßstabs und den Erfahrungswerten gängiger industrieller Flüssigphasen-Festbettadsorber 

Laborversuch 

industrieller Maßstab 

(Prozess 3) 

Erfahrungswerte 

(entnommen aus 

[257]) 

Durchmesser 15 mm 2,15 m - 

Schütthöhe [mm] 35,37 mm 5,06 m 1 - 4 m 

H:D (Festbett) 2,4:1 2:1 - 4:1 

Adsorption 

Adsorbensvolumen 6,25 mL 18,34 m³ 10 - 50 m³ 

Feedvolumen 

Volumenstrom 

Dauer der 

Adsorption 

Ergebnis 

Desorptionsvolumen 

Volumenstrom 

Dauer der 

Desorption 

Ergebnis 

2 mL 5,87 m³ - 

0,32 BV - 

2 mL/h 5,87 m³/h - 

0,32 BV/h 2 - 4 BV/h 

1 h - 

1,1 gGOS/gTC303 

90 % Abreicherung 

(Abbildung 5-38) 

Desorption 

20 mL 58,37 m³ - 

3,2 BV 1,5 - 3 BV 

5 mL/h 14,68 m³/h - 

0,8 BV/h < 5 BV/h 

4 h - 

67 % Wiederfindung der adsorbierten GOS in der 

Desorptionsfraktion (S. 95 - 97) 

- 

- 

176

9 Anhang 

Tabelle 9-32: Kostenabschätzung der Desorption im industriellen Maßstab (ohne Einbeziehung von GOS- 

Verlusten) 

EtOH 99,9 Gew.-% [€/kg] [274] 0,6 

EtOH 99,9 Gew.-% [€/m³] 473,4 

entsalztes H2O [€/m³] [198] 2 

Kosten pro 9-stündigem Desorptionszyklus (einmaliger Materialeinsatz, je 29,35 m³) 

EtOH [€/kgGOS] 25,35 

H2O [€/kgGOS] 0,11 

Annahme: Lösemittelrückgewinnungsverfahren ermöglicht EtOH Recycling (0,5 Jahre) 


H2O [€/kgGOS] 0,11 

Kosten für die Lösemittelrückgewinnung (0,04 €/kg EtOH) 


Nachfolgende Tabelle fasst die Kostenschätzung des Adsorptionsverfahrens zusammen. 

Letztlich muss hierbei ein GOS-Verlust von 40 % (10 % Adsorption; 30 % Desorption) 

berücksichtigt werden. Die spezifischen Kosten erhöhen sich entsprechend. 

Tabelle 9-33: Zusammenfassende Aufstellung der Kosten für die Aufreinigung der GOS aus MPK mittels 

Aktivkohle-Adsorption 

Kostenfaktor 

[€/kg GOS] 

Aktivkohle (1 Jahr) 0,015 

EtOH (0,5 Jahre) 0,08 

H2O 0,11 

Lösemittelrückgewinnung 1,60 

Summe 1,81 

Summe (GOS-Verlust 40 %) 2,53 

177

9 Anhang 

9.5 Verzeichnisse 

9.5.1 Abkürzungsverzeichnis 

Ad/AD 

BRD 

BSB 

BV 

bzw. 

CIP 

CSB 

D 

Di 

E 

EBR 

DE 

EtOH 

etc. 

fl. 

FOS 

Gal 

Glu 

GOS 

gr. 

H 

HMO 

HPLC 

HPLC-FLD 

IC 

ICP-OES 

MBR 

MK 

MP 

MPK 

MWCO 

NF 

oNP 

oNPG 

OS 

P 

PA 

Penta 

PESU 

PPA 

RM 

RO 

RT 

Adsorption 

Bundesrepublik Deutschland 

Biochemischer Sauerstoffbedarf 

Bettvolumen 

beziehungsweise 

Cleaning in Place 

Chemischer Sauerstoffbedarf 

(Säulen-) Durchmesser 

Disaccharide 

Enzym 

Enzymbioreaktor 

Desorption 

Ethanol 

Et cetera 

flüssig 

Fructooligosaccharide 

Galactose 

Glucose 

Galactoologosaccharide 

Granulat 

Höhe (Adsorbensschütthöhe) 

Human-Milch-Oligosaccharide 

High Performance Liquid Chromatographie 

(Hochleistungsflüssigkeitschromatographie) 

High Performance Liquid Chromatographie with Postcolumn Fluorescence 

Derivatization 

Ionenchromatographie 

Inductively Coupled Plasma Optical Emission Spectrometry 

(Optische Emissionsspektrometrie mit induktiv gekoppeltem Plasma) 

Membranbioreaktor 

Sauermolkenkonzentrat 

Sauermolkenpermeat 

Sauermolkenpermeatkonzentrat 

Molecular weight cut-off 

Nanofiltration 

Ortho-Nitrophenol 

Ortho-Nitrophenyl-β-D-galactopyranosid 


Pumpe 

Polyamide 


Polyethersulfon 

Poly Piperazine Amide 

Rohmolke (Sauermolke) 

Reverse Osmosis (Umkehrosmose) 

Raumtemperatur 

178

9 Anhang 

S 

Substrat 

STR Stirred Tank Reactor (Rührkesselreaktor) 

T 

Tank 

Tetra Tetrasaccharide 

TMP Transmembrane pressure (Transmembrane Druckdifferenz) 

Tri 

Trisaccharide 

TS 

Trockensubstanzgehalt 

UF 

Ultrafiltration 

VCR Volume Concentration Ratio (Volumenkonzentrierungsfaktor) 

vgl. 

vergleiche 

WPC Whey protein concentrate (Molkenproteinkonzentrat) 

z. B. Zum Beispiel 

β-Gal β-Galactosidase 

9.5.2 Symbole und Indizes 

A Fläche [m²] 

a Normalisierte (enzymatische) Aktivität [-] 

b Häufigkeits-/Frequenzfaktor [min -1 ] 

c Konzentration [g/L] 

Di Diffusionskoeffizient der Komponente i [m²/s] 

E Extinktion [-] 

Ea Aktivierungsenergie [J/mol] 

F Farraday-Konstante [C/mol] 

ji Fluss der Komponente i [mol/(m²·min)] 

jv Volumetrischer Fluss [m/s] 

k Geschwindigkeitskonstante [min -1 ] 

K Koeffizient der Freundlich-Isotherme [-] 

Km Michaelis-Menten-Konstante [mol/L] 

m Masse [g] 

n Isothermenexponent (Freundlich) [-] 

p Druck [bar] 

q Beladung [g/g] 

R Gaskonstante [J/(mol·K)] 

S Steigung der Kalibriergeraden (oNPG-Assay) [L/mM] 

t Zeit [min] 

T Temperatur [°C] 

V Volumen [L] 

v Reaktionsgeschwindigkeit [mmol/(min·g)] 

VF Verdünnungsfaktor [-] 

X Effektive volumetrische Membranladungsdichte [mol/m³] 

x Koordinate [-] 

zi Ionenvalenz der Komponente i [-] 

Δ Delta [-] 

ρ Dichte [kg/L] 

Ψ Elektrisches Potenzial [V] 

η Viskosität [kg/(m·s)] 

179

Lebenslauf 

Persönliche Angaben 

Name 

Anika Mause 

Geburtsdatum 23.01.1987 

Staatsangehörigkeit 

deutsch 

Berufserfahrung 

10/2012 – 04/2016 wissenschaftliche Mitarbeiterin/Doktorandin am Fraunhofer- 

Institut für Umwelt-, Sicherheits- und Energietechnik UMSICHT 

in Oberhausen, Bereich Prozesse, Abteilung Verfahrenstechnik 

04/2012 – 09/2012 wissenschaftliche Hilfskraft am Fraunhofer-Institut für Umwelt-, 

Sicherheits- und Energietechnik UMSICHT in Oberhausen, 

Bereich Prozesse, Abteilung Verfahrenstechnik 

Studium 

10/2006 – 03/2012 Studium an der Technischen Universität Dortmund, Abschluss: 

Diplom-Ingenieur, Studienfach: Bioingenieurwesen, 

Vertiefungsrichtung: Bioprozesstechnik 

Schulausbildung 

08/1998 – 06/2006 Phoenix-Gymnasium Dortmund, allgemeine Hochschulreife 

1993 – 1997 Friedrich-Ebert-Grundschule, Dortmund

Enzymatische Herstellung von Galactooligosacchariden aus Molke

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