Aus dem Institut für Lebensmittelqualität und sicherheit der

Aus dem Institut für Lebensmittelqualität und –sicherheit
der Tierärztlichen Hochschule Hannover
Die technologische Kontrolle mittels modified atmosphere
packaging und der Nachweis von Listeria monocytogenes in
kurzgereiften Rohwürsten
INAUGURAL-DISSERTATION
zur Erlangung des Grades einer
Doktorin der Veterinärmedizin
(Dr. med. vet.)
durch die Tierärztliche Hochschule Hannover
Vorgelegt von
Stephanie Karin Josupeit
aus Duisburg
Hannover 2006

Wissenschaftliche Betreuung: Priv.-Doz. Dr. B. Nowak
1. Gutachter: Priv.-Doz. Dr. B. Nowak
Univ.-Prof. Dr. G. Klein
2. Gutachter: Prof. Dr. Th. Blaha
Tag der mündlichen Prüfung: 16.11.2006
Univ.-Prof. Dr. G. Klein
Diese Arbeit wurde aus Mitteln der Dr. Eberhard Lienhop Stiftung gefördert.

Meiner Tochter
Marieke

Ergebnisse dieser Dissertation wurden auf folgenden Tagungen veröffentlicht:
GISTAZERT-Fachtagung
8. bis 9. Juni 2005 in Gütersloh
(Vortrag mit erweitertem Abstract)
46. Arbeitstagung des Arbeitsgebietes Lebensmittelhygiene der Deutschen Veterinärmedizinischen
Gesellschaft
27. bis 30. September 2005 in Garmisch-Partenkirchen
(Poster mit erweitertem Abstract)
47. Arbeitstagung des Arbeitsgebietes Lebensmittelhygiene der Deutschen Veterinärmedizinischen
Gesellschaft
26. bis 29. September 2006 in Garmisch-Partenkirchen
(Poster mit erweitertem Abstract)

Inhaltsverzeichnis
1. Einleitung 13
2. Literatur 14
2.1. Genus Listeria 14
2.1.1. Geschichte 14
2.1.2. Systematik 15
2.1.3. Wachstumseigenschaften von Listeria monocytogenes 18
2.1.3.1. Kulturelle Eigenschaften 18
2.1.3.2. Einfluss der Temperatur auf das Wachstum 18
2.1.3.3. Auswirkungen von pH- und aw-Wert 19
2.1.3.4. Einfluss von Natriumchlorid (NaCl) und Nitritpökelsalz (NPS) 19
2.1.3.5. Einfluss von Starterkulturen auf das Wachstum von Listeria
Monocytogenes 20
2.1.4. Kulturelle Nachweismethoden 20
2.1.5. Listeriose 22
2.1.5.1. Epidemiologie der humanen Listeriose 22
2.1.5.2. Pathogenese der humanen Listeriose 24
2.1.5.3. Klinische Symptomatik der humanen Listeriose 25
2.1.5.4. Klinische Symptomatik beim Tier 26
2.1.5.5. Prophylaxe 27
2.1.6. Lebensmittelhygiene 28
2.1.6.1. Vorkommen von Listeria monocytogenes in Lebensmitteln 28
2.1.6.2. Vorkommen von Listeria monocytogenes in Fleisch und
Fleischerzeugnissen 29
2.1.6.3. Produktbeispiel „Frische Mettwurst“ 30
2.1.6.3.1. Rechtliche Grundlagen 30
2.1.6.3.2. Definition und Herstellung 32
2.1.6.3.3. Merkmale kurz gereifter Rohwürste 33
2.1.6.3.4. Mikrobiologie der „Frischen Mettwurst“ 34
Seite

2.1.6.3.5. Hürdeneffekte 35
2.1.6.3.5.1. Einfluss der Temperatur 36
2.1.6.3.5.2. Auswirkungen von pH- und aw-Wert 36
2.1.6.3.5.3. Einfluss von Natriumchlorid (NaCl) und
Nitritpökelsalz (NPS) 37
2.1.6.3.5.4. Einfluss von Starterkulturen 38
2.1.6.3.6. Fleischfarbe 39
2.2. Modified atmosphere packaging 40
2.2.1. Allgemeines 40
2.2.2. Allgemeine Wirkung verschiedener Schutzgase 42
2.2.2.1. Kohlendioxid (CO2) 42
2.2.2.2. Stickstoff (N2) 44
2.2.2.3. Sauerstoff (O2) 44
2.2.2.4. Argon (Ar) 45
2.2.3. Wirkung der Gase auf Listeria monocytogenes 46
2.2.3.1. Kohlendioxid (CO2) und Stickstoff (N2) 46
2.2.3.2. Sauerstoff (O2) 47
2.2.3.3. Argon (Ar) 48
2.2.3.4. Wachstum von Listeria monocytogenes in
Umgebungsatmosphäre 48
2.3. Mikrobiologische Kriterien 48
2.3.1. Nationale Empfehlungen 49
2.3.2. EU-Recht 50
3. Eigene Untersuchungen 52
3.1. Material 52
3.1.1. „Frische Mettwurst“ 52
3.1.2. Mikroorganismen 53
3.1.3. Verpackung 55
3.1.4. Schutzgase 57
3.1.5. Lagerung 58

3.2. Methoden 59
3.2.1. Mikrobiologische Untersuchungen 59
3.2.1.1. Kulturelle Nachweismethode 59
3.2.1.2. Bestimmung der aeroben mesophilen Gesamtkeimzahl
und quantitative Bestimmung der Listerien-Anzahl 61
3.2.2. Physikalische Untersuchungen 63
3.2.2.1. pH- und aw-Wert-Messungen 63
3.2.2.2. Farbmessung 64
3.2.2.3. Atmosphären 64
3.2.3. Chemische Untersuchungen 64
3.2.3.1. Trockensubstanzbestimmung 65
3.2.3.2. Aschebestimmung 65
3.2.3.3. Gesamtfettbestimmung 66
3.2.3.4. Rohproteinbestimmung 66
3.2.3.5. Hydroxyprolin 66
3.2.3.6. Nitrit- und Nitratgehalt 67
3.2.3.7. Umrötung nach Möhler 68
3.3. Versuchsaufbau 69
3.3.1. Vorversuche 69
3.3.1.1. Verteilung der Listerien in der Wurstgrundmasse 69
3.3.1.2. Verifizierung der Einmischvariante II (VII) 71
3.3.1.3. Dichtebestimmung mittels Absorptionsmessung 72
3.3.2. Hauptversuche 73
3.3.2.1. Einteilung der Chargen 74
3.3.3. Statistische Auswertung 77
4. Ergebnisse 78
4.1. Mikrobiologische Untersuchungen 78
4.1.1. Vorversuche 78
4.1.1.1. Verteilung der Listerien in der Wurstgrundmasse 78
4.1.1.2. Verifizierung der Einmischvariante II 80
4.1.1.3. Dichtebestimmung mittels Absorptionsmessung 82

4.1.2. Hauptversuche 83
4.1.2.1. Feldstamm von Listeria monocytogenes 83
4.1.2.2. Wiederfindungsrate nach Einmischung 84
4.1.2.3. Aerobe mesophile Gesamtkeimzahl über 21 Tage Lagerungszeit 86
4.1.2.4 Quantitativer Nachweis von Listeria monocytogenes über
21 Tage Lagerungszeit 88
4.2. Physikalische Untersuchungen 92
4.2.1. pH- und aw-Wert-Messungen 92
4.2.2. L*, a*, b*-Farbwerte 95
4.2.2.1. Rotwert (a*-Wert) 95
4.2.2.2. Gelbwert (b*-Wert) 97
4.2.2.3. Farbhelligkeit (L*-Wert) 98
4.2.2.4. Farbänderungswerte 100
4.2.2.5. Zusammensetzung der Atmosphären 102
4.3. Chemische Untersuchungen 104
4.3.1. Chemische Vollanalyse 104
4.3.2. Nitrit- und Nitratgehalt 105
4.3.3. Umrötung 107
5. Diskussion 109
5.1. Einführung 109
5.2. Diskussion von Material und Methode 110
5.2.1. Material 110
5.2.1.1. „Frische Mettwurst“ 110
5.2.1.2. Mikroorganismen 111
5.2.1.3. Verpackung 111
5.2.1.4. Schutzgase 112
5.2.1.5. Lagerung 113
5.2.2 Methoden 114
5.2.2.1. Verteilung der Listerien in der Wurstgrundmasse 114
5.2.2.2. Kulturelle Nachweismethode 115
5.2.2.3. Physikalische Untersuchungen 116

5.2.2.3.1. pH- und aw-Wert-Messungen 116
5.2.2.3.2. Farbmessung 117
5.2.2.4. Chemische Untersuchungen 117
5.3. Diskussion der Ergebnisse 118
5.3.1. Aerobe mesophile Gesamtkeimzahl 118
5.3.2. Quantitativer Nachweis von Listeria monocytogenes 120
5.3.3. Physikalische Untersuchungen 123
5.3.3.1. pH- und aw-Werte 123
5.3.3.2. L*, a*, b* -Farbwerte 125
5.3.3.2.1. Rotwert (a*-Wert) 126
5.3.3.2.2. Gelbwert (b*-Wert) 128
5.3.3.2.3. Farbhelligkeit (L*-Wert) 128
5.3.3.2.4. Farbänderungswerte 129
5.3.3.3. Zusammensetzung der Atmosphären 129
5.3.4. Chemische Untersuchungen 131
5.3.4.1. Umrötung 131
5.4. Anforderungen an eine effektive MAP-Technologie 132
5.5. Alternative Technologien in Kombination mit der MAP-Technologie 133
6. Schlussfolgerungen 135
7. Zusammenfassung 137
8. Summary 139
9. Literaturverzeichnis 141
10. Anhang 156
10.1. Tabellenanhang 156
10.2. Geräte und Verbrauchsmaterialien 182
10.3. Verzeichnis der Tabellen 187
10.4. Verzeichnis der Abbildungen 189

Abkürzungsverzeichnis
Abb. Abbildung
Bed. Bedingungen
BEFFE Bindegewebseiweißfreies Fleischeiweiß
bes. besonders
BHI Brain Heart Infusion
bzw. beziehungsweise
ca. circa
CFU colony forming units
CIE Comission Internationale de l’Eclaire
DIN EN ISO Deutsches Institut für Normung Europäische Normung
d. h. das heißt
et al. et alii
evtl. eventuell
°C Grad Celsius
g Gramm
GE Gesamteiweiß
geogr. Geographisch
GF Gesamtfett
ggf. gegebenenfalls
GKZ Gesamtkeimzahl
hum. Human
HV Hauptversuche
IU International Units
International Standards Organisation
KbE Kolonie-bildende Einheit
Kons. Konservierungsstoffe
L. Listeria
LFGB Lebensmittel- und Futtermittelgesetzbuch
L.m. Listeria monocytogenes

LM Lebensmittel
MA modifizierte Atmosphäre
MAP modified atmosphere packaging
med. medizinische
mg Milligramm
min. Minute
ml Milliliter
MO Mikroorganismen
μm Mikrometer
MW arithmetischer Mittelwert
n Anzahl der Proben
n. a. nicht auswertbar
NaCl Natriumchlorid
NPS Nitritpökelsalz
o. g. oben genannt
PE Polyethylen
PET Polyethylenterephthalat
pH pondus hydrogenii
PP Polypropylen
PS Polysterol
PVC Polyvinylchlorid
PVDC Polyvinylidenchlorid
ppm parts per million
S Standardabweichung
s. siehe
spp. Subspezies
Tab. Tabelle
VV Vorversuche
Vol % Volumenprozent
z. B. zum Beispiel

Einleitung 13
1. Einleitung
Das Lebensmittel Rohwurst ist als Überträger von Listeriose-Erregern für den
Verbraucher, insbesondere für die Risikogruppe (Neugeborene, alte Menschen,
Schwangere oder Menschen mit herabgesetzter Immunabwehr) anzusehen. Da die
modified atmosphere packaging Technologie (MAP) bei der Verpackung von diesen
Produkten im Handel immer mehr in den Vordergrund rückt, ist die Fragestellung
nach der Möglichkeit einer keimhemmenden Atmosphäre von Interesse. Aus der
wissenschaftlichen Literatur sind Hinweise auf wachstumshemmende Wirkungen der
verschiedenen Gase auf Listeria monocytogenes zu entnehmen. Gezieltere
Untersuchungen mit detailliert erfassten Ausgangsbedingungen wie Herstellung,
Verpackung und Lagerung des Produktes, über die direkten Einflüsse der
unterschiedlichen Gase auf das Wachstum von Listeria monocytogenes in Rohwurst
sind nicht vorhanden.
Ziel der vorliegenden Arbeit ist es, das Wachstum und die Vermehrung von Listeria
monocytogenes in kurzgereifter „Frischer Mettwurst“ durch eine moderne Verpackungstechnologie
(MAP) zu kontrollieren. Dabei soll die Verwendung unterschiedlicher
Schutzatmosphären in der MAP-Technologie im Vordergrund stehen.
Durch gezielte Abstufung der Gase Kohlendioxid (CO2) und Stickstoff (N2) in der
anaeroben Atmosphäre der Verpackung soll der Einfluss von Kohlendioxid genauer
untersucht werden und zusätzlich wird das Wachstumsverhalten der Bakterien unter
100 Vol. % Sauerstoff (O2) und unter 100 Vol. % Argon (Ar) beschrieben.
Ausgehend von diesem Kenntnisstand ergeben sich folgende Fragestellungen:
• Welche Auswirkungen haben die einzelnen Gase unter definierten
Herstellungs- und Lagerungsbedingungen der „Frischen Mettwurst“ auf das
Wachstum von Listeria monocytogenes?
• Welche Auswirkungen haben die verschiedenen Atmosphären auf das
Produkt „Frische Mettwurst“?
• Welche Möglichkeit bietet die MAP-Technologie in Bezug auf die Listeriose für
den Verbraucherschutz?

14 Literatur
2. Literatur
2.1 Genus Listeria
Listeria ssp. kommen in der Umwelt ubiquitär vor. Zu finden sind sie unter anderem
im Boden, in Gewässern, in Silage und Tierfutter sowie bei Mensch und Tier, ebenso
in Schlachthofabfällen und Abwässern von lebensmittelverarbeitenden Betrieben
(GRAY u. KILLINGER 1966; BAUMGART et al. 1997).
2.1.1 Geschichte
Nach Sektionen an Patienten in Deutschland, die aus heutiger Sicht vermutlich an
Listeriose verstorben sind, berichtete Henle bereits 1891, wie schon Hayem zwei
Jahre zuvor in Frankreich, von Gram-positiven Stäbchenbakterien als Ursache dieser
Erkrankung. 1911 isolierte ein Schwede namens Hülpher die gleichen Bakterien aus
der Leber eines Kaninchens und gab diesen den Namen Bacillus hepatis (GRAY u.
KILLINGER 1966). In Deutschland wurde die Erkrankung 1925 bei einen Schaf
festgestellt und es wurde von einem Ausbruch von Enzephalitiden unbekannter
Ursache, aber einer Listeriose sehr ähnlich, berichtet (BAHK u. MARTH 1990). 1926
benannte Murray den Keim als Bakterium monocytogenes, da er beobachtete, dass
diese Stäbchenbakterien eine charakteristische Monocytose in Labormäusen
auslösen konnten (FARBER u. PETERKIN 1991). Noch ein Jahr später (1927)
isolierte Pirie den gleichen Keim nach einer seuchenhaften Erkrankung bei afrikanischen
Wüstenspringmäusen und nannte ihn Listerella hepatolytica. Damit
deutete sich bereits der bis heute gültige Name Listeria an. Den Namen Listeria
monocytogenes trägt der Keim seit 1940 (GRAY u. KILLINGER 1966). Um 1980
herum gab es einen Anstieg von Listeriosen auch bei Menschen, und es deuteten
sich erste Anzeichen einer ernährungsbedingten Übertragung dieser Bakterien an
(McLAUCHLIN 1996). Heute weiß man, dass die Mehrheit der Listeriosen durch

Literatur 15
kontaminierte Lebensmittel, besonders durch rohe Lebensmittel übertragen wird
(HOF 1999).
2.1.2 Systematik
Nach Bergey’s Manual of Systemic Bacteriology (SEELIGER u. JONES 1986) wurde
die Gattung Listeria lange Zeit gemeinsam mit Lactobacillus, Erysipelothrix und
Brochothrix zur Gruppe der Corynebakterien gezählt. Nach der neunten Ausgabe
von Bergey’s Manual of Systemic Bacteriology werden sie in die Gruppe der
gleichmäßigen, Gram-positiven, fakultativ anaeroben Stäbchenbakterien eingeordnet
(FARBER u. PETERKIN 1991). Das Genus Listeria umfasst folgende sechs Spezies:
L. monocytogenes, L. innocua, L. welshimeri, L. seeligeri, L. ivanovii und L. grayi
(McLAUCHLIN et al. 2004). Innerhalb der Art Listeria monocytogenes können
weiterhin verschiedene Serovare anhand spezifischer O- (Oberflächen-Antigene) und
H-Antigene (Geißel-Antigene) unterschieden werden (BELL u. KYRIAKIDES 2005).
Die verschiedenen Serovare mit den spezifischen Antigenen und der humanen
Bedeutung sind in Tabelle 1 dargestellt. Aus der Tabelle 2 geht das geographische
Vorkommen der verschiedenen Serovare hervor.

16 Literatur
Tabelle 1: Einteilung der Serovare innerhalb der Spezies Listeria monocytogenes
(FARBER u. PETERKIN 1991)
Sero-
var
O-Antigene
H-
Antigene
1/2a I II (III) A B X
1/2b I II (III) A B C X
1/2c I II (III) B D
3a II (III) IV A B
3b II (III) IV A B C
3c II (III) IV (XII) (XIII) B D
4a (III) (V) VII IX (XII) (XIII) A B C
4ab (III) V VI VII IX X A B C
4b (III) V VI A B C X
4c (III) V VII VIII A B C
4d (III) (V) VI (VIII) (IX) A B C
4e (III) V VI A B C
7 (III) XII XIII A B C
Die Serovare 1/2a, 1/2b und 4b haben bei 90 % der humanen Erkrankungen die
größte Bedeutung (BAHK u. MARTH 1990; FARBER u. PETERKIN 1991; HOF
1999). Zur Verdeutlichung des geographischen Vorkommens dieser verschiedenen
Serovare nach lebensmittelbedingten Ausbrüchen der humanen Listeriose bietet
Tabelle 2 eine Übersicht (modifiziert nach McLAUCHLIN et al. 2004).
hum.
Bed.

Literatur 17
Tabelle 2: Zusammenstellung der geographischen Vorkommen der verschiedenen
Serovare von Listeria monocytogenes
Land Jahr Serovar
USA 1976,1983,1985, 1989
1994
4b
1/2b
Neuseeland 1980, 1992 1/2a
Kanada 1981
1996
4b
1/2a
Schweiz 1983-1987 4b
Australien 1990, 1991 1/2a
Frankreich 1993, 1995, 1999-2000 4b
Schweden 1994-1995 4b
Italien 1997 4b
Finnland 1998-1999
1999
3a
1/2a
England 1999 4b
Aus dieser Übersichtstabelle geht hervor, dass in Europa vorwiegend Listeria mono-
cytogenes, Serovar 4b, für lebensmittelbedingte Listeriose-Ausbrüche verantwortlich
ist, während in den USA, in Kanada und ebenfalls in Australien sowie Neuseeland
zusätzlich zum Serovar 4b auch die Serovare 1/2a und 1/2b zu finden sind
(McLAUCHLIN et al. 2004).

18 Literatur
2.1.3 Wachstumseigenschaften von Listeria monocytogenes
2.1.3.1 Kulturelle Eigenschaften
Bei Listeria monocytogenes handelt es sich um ein Gram-positives, ovoid bis
stäbchenförmiges Bakterium mit ubiquitärem Vorkommen in der Umwelt (HOF 1999;
McLAUCHLIN et al. 2004). Listeria monocytogenes besitzt die Fähigkeit zur
Penetration von Zellwänden und kann sich intrazellulär vermehren. Korneal-, Lun-
gen- oder auch Intestinalzellen können beispielsweise durch die Bakterien besiedelt
werden (GAILLARD et al. 1987). Die Keime sind klein (0,4 – 0,5 x 0,5 – 2,0 μm) und
sporenlos (BELL u. KYRIAKIDES 2005). Listeria monocytogenes wächst fakultativ
anaerob (RKI 2003) und kann Säure, aber kein Gas aus Glucose bilden (HARRIS
2002). Kolonien von Listeria monocytogenes sind Katalase-positiv, Oxidase-negativ
und bilden auf Blutagar eine β-Hämolyse mit ausgeprägtem Hof (FARBER u.
PETERKIN 1991). Das Hämolysin von Listeria monocytogenes hat einen synergis-
tischen Effekt auf das β-Hämolysin von Staphylococcus aureus, so dass auf einer
Blutagarplatte die Hämolyse-Zone verstärkt wird. Dieses Phänomen ist bekannt als
CAMP-Faktor (Christie, Atkins und Munch-Petersen); Listerien sind demnach CAMP-
positiv (FARBER u. PETERKIN 1991). Weiterhin kann Listeria monocytogenes Äs-
kulin durch eine β-D-Glucosidase hydrolisieren (LECLERCQ 2004). Im Schräglicht
scheinen die Kolonien in einer charakteristischen Weise blau-grün (Schräglicht nach
Henry) (SELBITZ 2002).
2.1.3.2 Einfluss der Temperatur auf das Wachstum
Bei Temperaturen von 20 °C bis 25 °C zeigt Listeria monocytogenes durch Aus-
bildung peritricher Geißeln eine deutliche Beweglichkeit (HOF 1999), die Bewegung
ist charakteristisch taumelnd. Temperaturen zwischen 30 °C und 37 °C sind optimale
Bedingungen für ein gutes Wachstum, aber durch die psychrotrophen Eigenschaften
dieser Bakterien stagniert eine Vermehrung erst bei Temperaturen unter -0,4 °C bzw.

Literatur 19
oberhalb von 45 °C (HOLT et al. 1994; RKI 2003). Die Keime können für lange Zeit in
tiefgefrorenen Lebensmitteln überleben, aber, obwohl selbst bei Kühlschranktemperaturen
eine Vermehrung möglich ist, zeigen sowohl die lag-Phase (Verzögerungsphase)
als auch die Generationszeiten von Listeria monocytogenes bei Temperaturen
unter 10 °C signifikante Verzögerungen (HARRIS 2002).
2.1.3.3 Auswirkungen von pH- und aw-Wert
Auch gegenüber großen pH-Wert-Schwankungen sind Listerien unempfindlich, sie
vermehren sich bei pH-Werten zwischen 4,4 und 9,4 (HARRIS 2002; RKI 2003).
Weiterhin konnte auch bei niedrigen aw-Werten zwischen 0,90 und 0,93 ein
Wachstum von Listeria monocytogenes verzeichnet werden (HARRIS 2002).
2.1.3.4 Einfluss von Natriumchlorid (NaCl) und Nitritpökelsalz (NPS)
Listeria monocytogenes ist relativ resistent gegenüber Natriumchlorid, eine Vermehrung
findet noch bei Konzentrationen von 10 % statt und überleben können die
Keime selbst bei NaCl-Gehalten von 20 % bis 30 % (HARRIS 2002). Durch Natriumchlorid
kann der pH-Wert gesenkt werden (NERBRINK et al. 1999). Nitrit und Nitrat
werden in der Reifung von Fleischprodukten und Fisch verwendet (SKOVGAARD
1992). Nach einer Studie von BIRZELE et al. aus dem Jahr 2005 konnte gezeigt
werden, dass Nitritpökelsalz keine hemmende Auswirkung auf das Wachstum von
Listeria monocytogenes hat.

20 Literatur
2.1.3.5 Einfluss von Starterkulturen auf das Wachstum von Listeria monocy-
togenes
Bestimmte Milchsäurebakterien werden als Starterkulturen eingesetzt und können
Bacteriocine produzieren. Manchen von diesen werden hemmende Wirkungen auf
pathogene Mikroorganismen zugeschrieben. Nisin ist ein Bacteriocin, das von
Lactococcus lactis gebildet wird. Diesem Bacteriocin konnten ebenfalls Auswirkungen
auf Listeria monocytogenes nachgewiesen werden (SZABO u. CAHILL 1998).
Die Autoren fanden heraus, dass bei Konzentrationen von 400 IU/ml Nisin die lag-
Phase der Listerien verlängert wird (1998). Bei höheren Dosen von beispielsweise
1250 IU/ml waren auch wachstumshemmende Wirkungen festzustellen. In ihrer
Studie fanden KULEASAN und CAKMAKCI (2002) heraus, dass Reuterin, ein von
Lactobacillus reuteri produziertes Bacteriocin, eine wachstumshemmende Wirkung
auf Listeria monocytogenes hat.
2.1.4 Kulturelle Nachweismethoden
Der kulturelle Nachweis von Listeria monocytogenes wird nach §64 LFGB, basierend
auf DIN EN ISO 11290, durchgeführt. Als selektive Nährböden dienen demnach der
OXFORD-Agar und der PALCAM-Agar (CURTIS et al. 1989). Diese Nährmedien
sind für Listeria ssp. selektiv, der OXFORD-Agar nutzt zur Inhibition der Begleitflora
die Antibiotika Acriflavin, Cycloheximid, Colistin, Cefotetan und Fosfomycin
(LECLERCQ 2003), weiterhin ist ein Indikatorsystem mit Aesculin und Eisen-(III)-
Ionen zur Isolierung und Identifizierung von Listeria ssp. im Nährboden enthalten
(§64 LFGB). Auf Oxford-Agar wachsen die Keime in konkaven, dunkel-braunen
Kolonien mit schwarzen Zentrum, evtl. mit metallischem Glanz, umgeben von einem
schwarzen Hof (AVID 1994) Der PALCAM-Agar (Polymyxin-Acriflavin-Lithiumchlorid-
Ceftazidime-Aesculin-Mannitol) ist ebenfalls ein selektives Medium zur Isolation und
zur quantitativen Bestimmung von Listeria monocytogenes. Mit dem PALCAM-Agar
können Listeria ssp. quantitativ und qualitativ nachgewiesen werden und die meisten

Literatur 21
anderen Keime der Begleitflora werden unterdrückt (van NETTEN
et al. 1989). Diese Selektivität beruht auf dem Zusatz bestimmter Antibiotika im
Nährmedium (Polymyxin B, Ariflavinhydrochlorid, Ceftazimidin/Moxalactam)
(LECLERCQ 2004). Die Keime zeigen ein charakteristisches Wachstum aufgrund
der Aktivität des Enzyms β-D-Glucosidase, welches sowohl in den pathogenen als
auch in den apathogenen Stämmen zu finden ist. Durch dieses Enzym wird Aesculin
gespalten, daraus resultiert eine grau-grüne Verfärbung der Kolonien. Das
Zwischenprodukt Aesculetin reagiert mit Eisen und verursacht zusätzlich, dass sich
braun-schwarze Höfe um die Kolonien bilden. Die Kolonien wachsen oliv-grün mit
eingesunkenem Zentrum (AVID 1994). Eine Unterscheidung zwischen apathogenen
und pathogenen Stämmen ist durch dieses Nährmedium allein allerdings nicht zu
treffen (REISSBRODT 2004). Daher sind für die genaue Identifizierung der Stämme
weitere biochemische Untersuchungen notwendig. Ein speziell für Listeria ssp.
entwickeltes Identifizierungssystem (api ® -Listeria) bietet die Möglichkeit der
Unterscheidung der apathogenen und pathogenen Spezies. Die Unterscheidung der
verschiedenen Spezies beruht auf bestimmten biochemischen Reaktionen wie z. B.
Katalase-Test oder Oxidase-Test. Eine Auswertung dieses Testes ist dann nach
weiteren 24 Stunden möglich. Deshalb wurden in den letzten Jahren verschiedene
Chromogen-Agar entwickelt, die sowohl zur qualitativen als auch zur quantitativen
Bestimmung von Listeria monocytogenes herangezogen werden können. Diese
chromogenen Nährmedien ermöglichen eine direkte Unterscheidung zwischen
apathogenen und pathogenen Listeria-Stämmen (GREENWOOD et al. 2005), da die
pathogenen Stämme eine typische Hofbildung um die Kolonien zeigen. Das Prinzip
des ALOA-Agars (Listeria according to Ottaviani und Agosti) basiert ebenso wie beim
PALCAM-Agar auf der β-D-Glucosidase-Aktivität von Listeria monocytogenes
(REISSBRODT 2004). Dieses Enzym kann ein im Nährmedium enthaltenes
Chromogen X-Glucosid spalten, was zu einer blau-grünen Färbung der Kolonien
führt. Dieses Enzym ist sowohl in den apathogenen als auch in den pathogenen
Listerien-Stämmen zu finden. Eine nur in den pathogenen Stämmen vorhandene
Phospholipase hydrolisiert zusätzlich Lecithin, welches ebenfalls im Medium
vorhanden ist, und produziert dadurch bei den pathogenen Stämmen von Listeria

22 Literatur
monocytogenes und Listeria ivanovii einen opaken Hof um die Kolonien
(GREENWOOD 2005). ALOA enthält zur Hemmung der Begleitflora verschiedene
Antibiotika und antimikrobielle Agenzien (Nalidixinsäure, Ceftazidim, Polymyxin B,
Cycloheximid oder Amphoterizin B) (LECLERCQ 2004). Dieser Nährboden war der
erste Chromogen-Agar, der zur selektiven Bestimmung von Listeria monocytogenes
auf den Markt kam (REISSBRODT 2004). OCLA (OXOID Chromogenic Listeria
Agar), ein Chromogen-Agar der Firma OXOID, basiert auf dem gleichen Prinzip wie
der ALOA-Agar. Listeria monocytogenes wird über den Nachweis der β-D-
Glucosidase und der Phospholipase C charakterisiert. Andere Organismen, wie z.B.
Enterokokken, die ebenfalls β-D-Glucosidase exprimieren, werden durch Lithiumchlorid,
Poymyxin B und Nalidixinsäure gehemmt. Amphoterizin hemmt das Wachstum
von Schimmelpilzen und Hefen (ANONYM 2005). Eine Identifizierung von
Listeria monocytogenes mit Hilfe von chromogenen Nährmedien ist, im Vergleich zu
drei bis fünf Tagen bei den üblichen Methoden mit OXFORD oder PALCAM-Agar,
bereits nach 24 Stunden möglich (REISSBRODT 2004; GREENWOOD et al. 2005).
2.1.5 Listeriose
Die Listeriose ist eine Erkrankung, die durch Bakterien des Genus Listeria verursacht
wird; Listeria monocytogenes ist dabei die Spezies mit der höchsten Pathogenität
sowohl für Tiere als auch für den Menschen (McLAUCHLIN et al. 2004).
2.1.5.1 Epidemiologie der humanen Listeriose
Das Auftreten der humanen Listeriose kann sowohl epidemisch als auch sporadisch
sein (MARGET u. SEELIGER 1988). Die Inzidenz der Erkrankung betrug im Jahr
2002 in Deutschland 0,3 Krankheitsfälle pro 100.000 Einwohner (RKI 2003). Die
Erkrankungsrate wird häufig unterschätzt, weil eine Diagnose in vielen Fällen nicht
gestellt werden kann, da häufig die Erreger entweder nicht vermutet werden oder ein

Literatur 23
Nachweis schwierig erscheint (z.B. sind bei Verlusten in der frühen Schwangerschaft
die Föten nicht zugänglich) (McLAUCHLIN et al. 2004). Die klinische Listeriose hat
eine durchschnittliche Mortalitätsrate von 20 bis 30 %, in der Risikogruppe (Alte,
Neugeborene, Schwangere und Patienten mit herabgesetzter Immunabwehr) ist
diese sogar mit 38 % bis 45 % angegeben (RKI 2003). Für die Jahre bis 2001 ist das
Vorkommen von Listeriose-Erkrankungsfällen schwierig einzuschätzen, da in dieser
Zeit aufgrund einer fehlenden generellen Meldepflicht nur die Neugeborenen-
Listeriosen erfasst wurden. 30 bis 40 Fälle wurden dabei etwa im Jahr übermittelt
(RKI 2003). Seit dem Jahre 2001 besteht nach §7(1) Infektionsschutzgesetz (IfSG
2001) eine Meldepflicht für alle Erkrankungen, die auf Listeria monocytogenes
zurückzuführen sind. Nach Angaben des Robert-Koch-Institutes (RKI) sind die
Zahlen der an Listeriose erkrankten Menschen von 217 Fällen im Jahr 2001 auf 489
Fälle im Jahr 2005 angestiegen. In Tabelle 3 sind tabellarisch die Listeriose-
Erkrankungen in den Jahren 2001 bis 2005 aufgeführt und die Inzidenzen werden für
Deutschland im jeweiligen Jahr angegeben (HARTUNG 2004; RKI 2006). Die orale
Aufnahme von Listeria monocytogenes kann zu einer lokalen Besiedelung des
Intestinaltraktes führen, symptomfreie Dauerausscheider spielen deshalb für die
Epidemiologie der Erkrankung eine wichtige Rolle (FARBER u. PETERKIN 1991).
Tabelle 3: Anzahl der Listeriose-Erkrankungen und Inzidenzen für Deutschland in
den Jahren 2001 bis 2005 (modifiziert nach HARTUNG 2004)
Jahr Listeriose-Erkrankungen Inzidenz für Deutschland
2001 217, davon 22 Neugeborene 0,3 Erkrankungen/100000 Einwohner
2002 239, davon 42 Neugeborene 0,3 Erkrankungen/100000 Einwohner
2003 255, davon 29 Neugeborene 0,3 Erkrankungen/100000 Einwohner
2004 295 0,4 Erkrankungen/100000 Einwohner
2005 489

24 Literatur
2.1.5.2 Pathogenese der humanen Listeriose
Die humane Listeriose hat verschiedene Übertragungswege, zum einen ist dies
möglich durch den Kontakt zu Tieren oder durch eine direkte Übertragung von
Erkrankten zu Gesunden (z.B. bei Neugeborenen in Krankenhäusern) und zum
anderen sind Lebensmittel an der Übertragung beteiligt (HARRIS 2002). Der
häufigste Infektionsweg ist die Erregeraufnahme durch den Verzehr kontaminierter
Lebensmittel (MARGET u. SEELIGER 1988; McLAUCHLIN 1996; RKI 2003), Rohfleischerzeugnisse,
besonders aus Schweinefleisch, spielen dabei eine wichtige
Rolle (AVID 1994). Listeria ssp. sind im landwirtschaftlichen Bereich weit verbreitet,
häufig werden die Keime in Tierfutter, besonders in verdorbener Silage gefunden
(RKI 2003) und dann durch Tiere oral aufgenommen. So können Tiere zu
Ausscheidern von Listerien werden ohne selbst zu erkranken. Es besteht weiterhin
die Möglichkeit, dass laktierende Kühe bei bestehender Mastitis die Keime über die
Milch ausscheiden, so dass Listeria monocytogenes im Produkt direkt vorhanden
sein kann (HOF 2003). Listeria monocytogenes ist weiterhin in der Lage, auf Oberflächen
wie beispielsweise Messern oder sonstigen Verarbeitungsgegenständen zu
haften und zu überleben (LIN et al. 2006), daher ist eine Kontamination während der
weiteren Verarbeitungsprozesse von Fleisch und Fleischprodukten ebenfalls möglich.
Aufgrund dieser Tatsachen können tierische Produkte sowohl fäkal, z.B.
aufgrund mangelnder Stallhygiene als auch über die Umwelt mit Listeria monocytogenes
kontaminiert werden (HOF 1999). Da die Listeriose als eine zur Generalisierung
neigende Lokalinfektion zu bezeichnen ist, kann eine Inkubationszeit im
herkömmlichen Sinne nicht angegeben werden. In Anlehnung an Lebensmittelinfektionen
können Krankheitserscheinungen nach 3 bis 70 Tagen auftreten (RKI
2003). Bei einer Infektion mit Listerien wird zunächst der Magen-Darm-Trakt durch
die Bakterien besiedelt (McLAUCHLIN et al. 2004), die weitere Ausbreitung im
Körper zeigt verschiedenartige Ausprägungen in verschiedenen Organsystemen und
hängt in erster Linie von der Immunitätslage der Infizierten ab.

Literatur 25
2.1.5.3 Klinische Symptomatik der humanen Listeriose
Die humane Listeriose manifestiert sich in vielen verschiedenartigen Formen mit den
unterschiedlichsten Symptomen. Für die allgemeine Bevölkerung stellt die Listeriose
selten eine große Gefahr dar (AURELI et al. 2000), denn bei guter Abwehrlage bleibt
die Infektion meist symptomlos, eventuell kann leichtes Fieber verbunden mit
grippeähnlichen Symptomen auftreten (HOF 1999; BÜRGER 2004). Für bestimmte
Personengruppen aber ist die Erkrankung von größter Bedeutung, da eine Listeriose
für diese Menschen lebensbedrohlich sein kann. Zu den gefährdeten Personen
zählen Senioren, Neugeborene, Schwangere und chronisch erkrankte Menschen
(DOGANAY 2003), da bei herabgesetzter Immunabwehr schwere Krankheitssymptome
auftreten können (RKI 2003; BÜRGER 2004). Die klinische Symptomatik
kann in fünf Gruppen eingeteilt werden, in die Gruppen Sepsis, lokale Infektionen,
Meningoenzephalitiden, Schwangeren-Listeriose und die Gruppe der Neugeborenen-
Listeriose (BAHK u. MARTH 2002). Die Patienten, die an Listeriose mit
septikämischem Verlauf erkranken, leiden an Fieber, Übelkeit, Erbrechen und
Unwohlsein. Eine Sepsis kann eine disseminierte intravasale Koagulopathie (DIC),
akute respiratorische Symptome sowie diverse Fehlfunktionen in verschiedenen
Organsystemen verursachen (DOGANAY 2003). Klinisch ist eine Listeriose-Sepsis
nicht von einer Sepsis anderer Genese zu unterscheiden (RKI 2003). Lokale
Infektionen wie die Haut- oder Augenlisteriose, die nach direktem Kontakt mit
infizierten Tieren auftreten können, setzen sich manchmal auch in systemische
Verläufe wie z. B. Peritonitis, Pleuritis fort oder können beispielsweise in
Milzabszesse übergehen (DOGANAY 2003; McLAUCHLIN et al. 2004). Listeria
monocytogenes hat eine besondere Affinität zum zentralen Nervensystem und zwar
sowohl zum Gehirn als auch zu den Hirnhäuten. Meningitiden oder
Meningoenzephalitiden mit oder ohne neurologische Ausfälle der Patienten sind die
wichtigsten Ausprägungen dieser Form der Listeriose. Sollten neurologische
Symptome auftreten, sind häufiger Krämpfe zu beobachten als bei Meningitiden
anderer Ätiologie. Als häufigste Form einer nicht-meningitischen Form einer ZNS-
Listeriose ist eine Rhombenzephalitis, die Hirnstamm-Enzephalitis, zu nennen

26 Literatur
(DOGANAY 2003). Die Schwangeren-Listeriose hat eine große Bedeutung, da
hieraus in den meisten Fällen eine Neugeborenen-Listeriose resultiert. Eine Infektion
ist zu allen Zeiten einer Schwangerschaft möglich (McLAUCHLIN et al. 2004). Die
Schwangere selbst erkrankt häufig nur leicht mit grippeähnlichen Symptomen (RKI
2003). Da aber Listeria monocytogenes die Fähigkeit besitzt, die Plazentaschranke
zu passieren und häufig die Abwehrmechanismen nicht greifen, kann es zum
Übergang der Infektion auf das Ungeborene kommen (HARRIS 2002); mit der
Gefahr, dass das Kind infiziert oder zu früh oder tot geboren wird. Eine Infektion von
Neugeborenen erfolgt diaplazentar, während der Geburt beim Durchtritt durch den
Geburtskanal oder postnatal durch Kontakt. Man unterscheidet zwischen einer
Frühinfektion mit den Symptomen Sepsis, Atemnot oder Hautläsionen und einer
Spätinfektion mit Ausprägung in einer Meningitis (RKI 2003). HOF (2003) berichtet
von einer Epidemie bei Neugeborenen 1949 in Deutschland, die durch Listeria
monocytogenes ausgelöst wurde. Die Erkrankung wurde damals als „Granulomatosis
infantiseptica“ benannt, da Granulome aus verschiedenen Organen wie Leber, Milz,
Gehirn, Lunge und Haut isoliert werden konnten. 22 % der perinatalen Infektionen
mit Listeriose enden in Totgeburten oder im Tod kurz nach der Geburt des Kindes
(DONAGAY 2003). In seltenen Fällen der humanen Listeriose kann auch der
Gastrointestinaltrakt betroffen sein mit Symptomen wie Durchfall, Übelkeit,
Erbrechen und abdominalen Krämpfen, meist mit Fieber einhergehend (AURELI et
al. 2000).
2.1.5.4 Klinische Symptomatik beim Tier
Die Infektionskrankheit Listeriose kann sich ebenfalls im Tierreich manifestieren. Die
Listeriose der Tiere wird ebenso wie die humane Listeriose durch Listeria monocytogenes
verursacht (BOERLIN u. PIFFARETTI 1991; WIEDMANN et al. 1994). In
ihrer Studie konnten BOERLIN u. PIFFARETTI (1991) Listeria monocytogenes,
Serovar 4b, aus verschiedenen Tieren isolieren. WIEDMANN et al. (1994) isolierten
zusätzlich die Serovare 1/2a und 1/2b nach zwei Ausbrüchen von Enzephalitiden bei

Literatur 27
kleinen Wiederkäuern, ausgelöst durch Listeria monocytogenes. Bei einer Routine-
Kotuntersuchung wurden bei verschiedenen Nutztieren ebenfalls die Serovare 1/2a,
1/2b, 4ab, und 4b identifiziert (BUROW et al. 1996). Möglich ist eine Infektion bei
allen landwirtschaftlichen Nutz-, Heim-, Wild- und Zootieren (AVID 1994). Listerien
wurden weiterhin nachgewiesen bei Fischen, Amphibien und Reptilien, ebenfalls bei
einigen Arthropoden konnten die Keime isoliert werden, so dass eine Überträgerrolle
dieser Tierart vermutet werden kann (SELBITZ 2002). Neben klinisch inapparenten
Infektionen treten bei Tieren drei Hauptformen der Listeriose auf. Die zerebrale oder
auch Gehirnlisteriose genannte Form tritt in der Regel bei Schaf und Ziege und
zunehmend auch beim Rind auf, innerhalb dieser Tierarten aber eher bei Jungtieren.
Die Symptome sind hohes Fieber, Konjunktivitis, zerebralnervöse Störungen wie
Opisthotonus, Fazialislähmung, unnatürliche Kopfhaltung oder Zähneknirschen
(ANONYM 2005). Weiterhin gibt es einen septikämischen Verlauf, diese Form tritt
besonders bei Wiederkäuern, vor allem bei lebensschwachen Neugeborenen auf. Als
dritte Ausprägung bei Tieren ist der metrogene oder abortive Verlauf zu nennen.
Dieser ist gekennzeichnet durch Aborte, Frühgeburten oder angeborene Lebensschwäche
und tritt vor allem bei Rind, Schaf und Schwein auf (AVID 1994).
2.1.5.5 Prophylaxe
Die humane Listeriose ist eine der bedeutendsten lebensmittelbedingten Infektionen,
die zwar eine niedrige Morbidität, aber eine sehr hohe Letalität in der Risikogruppe
hat. Daher ist eine Kontrolle auf der Stufe der Rohstoffe nötig, da eine Kontamination
der Produkte auf allen Stufen der Gewinnung und Verarbeitung stattfinden kann
(HOF 1999). Insbesondere bei Produkten tierischer Herkunft, wie kurzgereifter
Rohwurst, kann es während der Gewinnung, z.B. beim Schlachtvorgang, zu
Kontaminationen kommen. Schlachtfrische Tierkörper weisen dabei aber meist
geringere Kontaminationsgrade auf, wohingegen nach bzw. während der weiteren
Verarbeitungsschritte zu einem Endprodukt wie „Frischer Mettwurst“ eine deutliche
Zunahme des Listeriengehaltes aufzuzeigen ist (HARTUNG 2004). Listeria

28 Literatur
monocytogenes besitzt zusätzlich die Fähigkeit, auf glatten Oberflächen haften und
dort überleben zu können, so dass auch von den Gegenständen, die mit dem Fleisch
in Berührung kommen, wie beispielsweise Arbeitsfläche, Fleischwolf oder Messer,
eine potentielle Gefahr der Kontamination ausgehen kann (LIN et al. 2006). Zur
Eindämmung der Listeriose-Gefahr sind demnach präventive Maßnahmen
notwendig, die eine Vermehrung von Listeria monocytogenes in Lebensmitteln
verhindern bzw. eine sichere Keimabtötung bewirken. Dazu ist eine Überwachung
mittels des Hazard Analysis Critical Control Point-Konzeptes (HACCP) nötig
(MENGONI u. APRAIZ 2003). Aus einer Studie von SALVAT und FRAVALO im
Jahre 2004 geht hervor, dass eine Endproduktkontrolle und eine Überwachung mit
einem HACCP-Konzept die einzige Möglichkeit für die Kontrolle von Listeria
monocytogenes in Lebensmitteln ist. Da eine vollständige Freiheit aller Lebensmittel
von Listerien aufgrund ihres ubiquitären Vorkommens unmöglich ist, kommt der
Einhaltung festgesetzter Grenzwerte eine große Bedeutung zu (SELBITZ 2002).
2.1.6 Lebensmittelhygiene
Da von Listeria monocytogenes eine potentielle Gefahr für den Verbraucher ausgeht,
kommt der Hygiene im Bereich der Produktion von Lebensmitteln, besonders der
tierischen Ursprungs, eine große Bedeutung zu.
2.1.6.1 Vorkommen von Listeria monocytogenes in Lebensmitteln
Listeria monocytogenes ist ein anspruchsloses Bakterium mit ubiquitären Vor-
kommen in der Umwelt (THÉVENOT et al. 2006). Daher können auch diverse
Lebensmittel mit diesen Keimen kontaminiert sein. Man findet Listerien in allen
Rohprodukten, wie Salat, Obst oder Gemüse, aber auch in allen tierischen Pro-
dukten, wie beispielsweise Milch oder Joghurt (Hof 1999), und auch Fleisch sowie
Fleischprodukte (s. Kapitel 2.1.6.2.) sind als Vektoren anzusehen (RKI 2003). Listeria

Literatur 29
monocytogenes konnte aus diversen Lebensmitteln wie Milch, Käse, Wurst, Fisch
und Meeresfrüchten sowie aus verschiedenen Gemüsen isoliert werden (BOERLIN
u. PIFFARETTI 1991). Bei unbehandelten Lebensmitteln wie z. B. rohem Gemüse ist
das Risiko eher als gering einzustufen, da diese Lebensmittel vor dem Verzehr in der
Regel noch gewaschen werden (HOF 1999). Viele Ausbrüche von Listeriosen sind
auf den Verzehr von kontaminierten Lebensmitteln zurückzuführen. Weichkäse
beispielsweise war 1985 für einen großen Ausbruch in Kalifornien das ursächliche
Substrat. 40 Personen starben an den Folgen der Listeriose (BAHK u. MARTH
1990). DALTON et al. (1997) berichten von einer Häufung von Gastroenteritiden und
Fieber in Illinois im Jahre 1994, die durch den Verzehr von kontaminierter
Milchschokolade aufgetreten ist. Weitere Ausbrüche, verursacht durch kontaminiertes
Getreide im Jahr 1997 in Italien (AURELI et al. 2000), den Verzehr von Butter
(1998-1999, Finnland) oder nicht pasteurisierter Milch im Jahre 2000 in den USA
(McLAUCHLIN et al. 2004) sind in der Literatur zu finden. Weiterhin ist auch ein
gehäuftes Vorkommen von Listeria monocytogenes in vakuumverpacktem kaltgeräuchertem
Fisch zu verzeichnen (BECKER et al. 2002). Der Verzehr von
kaltgeräucherter Regenbogenforelle bedingte 1994-1995 in Schweden diverse
Krankheitsfälle. Auch Muscheln gehören zu den Lebensmitteln, durch die diverse
Erkrankungsfälle von Listeriose verursacht wurden, z. B. ein Ausbruch in Neuseeland
1992 durch geräucherte Muscheln (McLAUCHLIN et al. 2004).
2.1.6.2 Vorkommen von Listeria monocytogenes in Fleisch und Fleischerzeugnissen
Listeria monocytogenes scheint die Fähigkeit zu besitzen, in Fleisch und Fleischerzeugnissen
trotz Einsatz technologischer Hürden wie Temperatur oder pH-Wert
überleben zu können (FARBER u. PETERKIN 1991). Ausreichend erhitzte Speisen
zeigen normalerweise Listerien-Freiheit, aber die Möglichkeit der Rekontamination
der Produkte spielt eine wichtige Rolle, ebenso wie die Art des Fleisches bzw. des
Fleischproduktes. Auf Geflügelfleisch überleben und vermehren sich die Keime

30 Literatur
besser als auf anderem Fleisch wie z. B. Roastbeef oder Sommerwurst (ANONYM
1999). Bestimmte Lebensmittel (z. B. Salami) können bis zu 80 % kontaminiert sein
(HOF 1994). TRÜSSEL (1989) fand heraus, dass Listeria monocytogenes die
gesamte Reifungsdauer von Salami überdauerte. Frische streichfähige Schinken-
zwiebelmettwurst ist ein Rohprodukt und daher anfällig für mikrobiologische Keime
(BIRZELE et al. 2005). In einer Studie zum Vorkommen von Listerien bei der
Produktion von Bündnerfleisch, Salami und Mettwurst von TRÜSSEL aus dem Jahre
1989 wurde in der Mettwurst die höchste Kontaminationsrate an Listerien gefunden,
allerdings waren ausschließlich Listeria innocua zu identifizieren. Listeriose-
Ausbrüche durch kontaminiertes Fleisch bzw. Fleischprodukte konnten in den Jahren
1993 durch Schweinezunge in Aspik in Frankreich, 1998-1999 in den USA durch Hot
Dogs oder im Jahr 2000 durch kontaminiertes Truthahnfleisch, ebenfalls in den USA,
verzeichnet werden (McLAUCHLIN et al. 2004).
2.1.6.3 Produktbeispiel „Frische Mettwurst“
2.1.6.3.1 Rechtliche Grundlagen
Durch das neu eingeführte EU-Lebensmittelrecht werden die Vorschriften des
Lebensmittel- und Bedarfsgegenständegesetzes (LMBG), des Fleischhygienegesetzes
(FlHG) und der Fleischhygieneverordnung (FlHV) weitgehend überlagert,
so dass diese größtenteils ungültig sind. National ist das Lebensmittel- und
Futtermittelgesetzbuch (LFGB) an die Stelle des LMBG getreten.
Laut der Verordnung über Hackfleisch, Schabefleisch und anderes zerkleinertes
rohes Fleisch vom 10.Mai 1976, zuletzt geändert am 18.05.2005, gelten Erzeugnisse,
die ein abgeschlossenes Pökelungsverfahren mit Umrötung durchlaufen
haben, als nicht mehr roh im Sinne dieser Verordnung. Dies gilt auch in Verbindung

Literatur 31
mit Trocknung oder Räucherung, bei Rohwursterzeugnissen mit Fermentation
(Reifung).
Gemäß der Verordnung EG Nr. 853/2004 des Europäischen Parlaments und des
Rates vom 29.April 2004 mit spezifischen Hygienevorschriften für Lebensmittel
tierischen Ursprungs, Anhang 1 Begriffsbestimmungen Nr. 7.1, werden
Fleischerzeugnisse wie folgt definiert: „Fleischerzeugnisse“ sind verarbeitete
Erzeugnisse, die aus der Verarbeitung von Fleisch oder der Weiterverarbeitung
solcher verarbeiteter Erzeugnisse so gewonnen wurden, dass bei einem Schnitt
durch den Kern die Schnittfläche die Feststellung erlaubt, dass die Merkmale von
frischem Fleisch nicht mehr vorhanden sind.
§ 15 Lebensmittel- und Futtermittelgesetzbuch (LFGB) beinhaltet das Deutsche
Lebensmittelbuch, eine Sammlung von Leitsätzen, in denen die Regelungen über
Herstellung, Beschaffenheit und sonstige Merkmale, die für die Verkehrsfähigkeit
wichtig sind, enthalten sind. „Frische Mettwurst“ wird demnach in die Kategorie der
kurzgereiften Rohwürste eingeordnet. Kurzgereifte Rohwürste sind laut Punkt 2.21
der Leitsätze für Fleisch und Fleischerzeugnisse (1994) wie folgt definiert:
„Rohwürste“ sind umgerötete, ungekühlt (über 10 °C) lagerungsfähige, in der Regel
roh zum Verzehr gelangende Wurstwaren, die streichfähig oder nach einer mit
Austrocknung verbundenen Reifung schnittfest geworden sind. Zucker werden in
einer Menge von nicht mehr als 2 % zugesetzt.“ Gemäß Punkt 2.212 sind die
besonderen Merkmale streichfähiger Rohwurst, dass sie sortenabhängig gereift,
umgerötet, aber nur gering abgetrocknet und zum baldigen Verzehr bestimmt sind.
„Frische Mettwurst“ ist grobkörnig und als Ausgangsmaterial wird hier beschrieben:
grob entfettetes Schweinefleisch, fettgewebsreiches Schweinefleisch und Fettgewebe,
bei einigen Sorten wird zusätzlich grob entsehntes Rindfleisch zugefügt.
Für die Unterscheidung zwischen „Rohwurst“ und „Hackfleischzubereitungen“, Rohwurst-Halbfabrikaten“
oder „rohwurstartigen Erzeugnissen“ ist das wichtigste
Kriterium eine abgeschlossene Pökelung mit Umrötung und Reifung. Hackfleischzu-

32 Literatur
bereitungen“, „Rohwurst-Halbfabrikate“ oder „rohwurstartige Erzeugnisse“ unter-
liegen dabei als Produkte, die nicht vollständig gereift in den Verkehr gelangen, den
Bestimmungen der Hackfleischverordnung (HFLV).
Kurzgereifte Mettwürste als Vertreter der Lebensmittel, die nicht wärmebehandelt
und nicht anderweitig stabilisiert sind, werden laut BgVV in die Lebensmittelkategorie
II eingeordnet. Diese Kategorie II beinhaltet verzehrsfertige Lebensmittel, die mit
Listeria monocytogenes kontaminiert sein können und eine Vermehrung dieser
Keimart in dem Lebensmittel zulassen (BgVV 2000).
2.1.6.3.2 Definition und Herstellung
Die Definition von „Frischer Mettwurst“ hat sich im Laufe der Jahre mehrfach
gewandelt. ROEMMELE und VAN DER WALL definierten im Jahre 1964 „Frische
Mettwurst“ als gewürztes Mettgut, das aus roher Skelettmuskulatur vom Schwein
oder Rind mit Speck oder Fett in unterschiedlicher Zerkleinerung in einem Darm
verpackt wird. Bereits SINELL und LEVETZOW (1966) waren der Meinung, dass
„Frische Mettwurst“ im Sinne der Hackfleischverordnung (HFlV) sicher von
Hackfleisch abzugrenzen sei aufgrund von Umrötung, Bindung, Aromatisierung und
Säuerung, was der Reifung der Rohwurst entspricht. Zur Geschmacksgebung, für die
Haltbarkeit und für eine stabile Farbe können bei der Herstellung von Rohwürsten
außer Salz und Gewürzen, Zucker und Starterkulturen auch folgende Zusatzstoffe
verwendet werden: Nitritpökelsalz oder Salpeter als Pökelstoffe, Ascorbinsäure und
Natriumascorbat als Pökelhilfsstoffe und Natriumglutamat als Geschmacksverstärker
(CORETTI 1974). Lebensmittelrechtlich ist aus heutiger Sicht „Frische Mettwurst“ als
Fleischerzeugnis einzustufen, das durch Pökelung und Reifung stabilisiert, aber nur
begrenzt lagerfähig ist. „Frische Mettwurst“ lässt sich gegenüber anderen
schnittfesten Rohwürsten durch eine kurze Reifedauer abgrenzen; d.h. sie ist
fermentiert und umgerötet. Weiterhin ist „Frische Mettwurst“ weder abgetrocknet
noch geräuchert (JÖCKEL u. KLARE 2000). Traditionell wird dieses Produkt zu den

Literatur 33
frischen, streichfähigen Rohwürsten gezählt und gilt als typische deutsche
Spezialität. Die Reifung der Rohwurst ist laut der Hackfleischverordnung (HFlV) das
ausschlaggebende Kriterium zur Unterscheidung von Hackfleisch. Nach Unter-
suchungsergebnissen des Niedersächsischen Landesamtes für Verbraucherschutz
und Lebensmittelsicherheit (LAVES), die im Jahresbericht 2003 veröffentlich wurden,
mussten von 110 untersuchten frischen Zwiebelmettwürsten 21 als Rohwurst-
Halbfabrikate beurteilt werden, da sie gar nicht oder nicht ausreichend gereift waren
und somit eher Hackfleischcharakter aufwiesen.
„Frische Mettwurst“ besteht aus einem leicht verderblichen Gemenge von
zerkleinerter Skelettmuskulatur und Fettgewebe mit Umrötemitteln, Salz und
Gewürzen (BUCKENHÜSKES u. GEHRING 2000). Daher muss bei der Herstellung
von „Frischer Mettwurst“ besonders auf eine Auswahl von einwandfreien Rohstoffen
geachtet werden. Der Keimgehalt des Rohmaterials sollte dabei nicht über Werten
von 10 6 KbE/g liegen, der pH-Wert des Fleisches etwa im Bereich von 5,4 bis 5,8
(CORETTI 1974). Die Beschaffenheit des Fettgewebes ist von ebenso großer
Bedeutung, da der Speck den Trocknungsprozess beeinflusst und für die
Streichfähigkeit bzw. die Festigkeit und den Geschmack der Rohwurst eine
entscheidende Rolle spielt. Daher wird in erster Linie kerniger, fester Rückenspeck
verarbeitet (CORETTI 1974).
2.1.6.3.3 Merkmale kurz gereifter Rohwürste
Die Anforderungen an „Frische Mettwurst“ lassen sich größtenteils aus den
Definitionen in Kapitel 2.1.6.3.2 ableiten. Laut Hackfleischverordnung (HFLV) muss
bei Produkten wie „Frischer Mettwurst“ eine Reifung und ein Pökelungsverfahren mit
abgeschlossener Umrötung stattgefunden haben. Reifung bedeutet demnach:
Umrötung, Aromatisierung, Bindung und Konservierung und ist je nach Reifetemperatur
nach drei bis sieben Tagen abgeschlossen. Umrötung, Aromatisierung
und Bindung können dabei als die äußeren Zeichen der Reifungsvorgänge

34 Literatur
angesehen werden (STANISLAWSKI 2000). Eine stabile Umrötung lässt sich
sensorisch, genauer jedoch durch den chemischen Nachweis nach Möhler (1966),
bestimmen. Nach dieser Methode hat die „Frische Mettwurst“ die typische stabile
Rotfärbung erreicht und ist damit als Fleischerzeugnis zu bewerten, wenn ≥ 50 % des
Produktes umgerötet sind. Die Haltbarmachung von streichfähiger Rohwurst beruht
nicht ausschließlich auf Wasserentzug, also Abtrocknung und Räucherung wie bei
schnittfester Rohwurst, sondern lediglich auf der Wirkung des Salzes und auf der
Absenkung des pH-Wertes (CORETTI 1974). Bei „Frischer Mettwurst“ handelt es
sich um ein Extrem in der Rohwurstherstellung, da sich die Herstellungszeit durch
die kurze Reifedauer auf drei bis vier Tage beschränkt.
2.1.6.3.4 Mikrobiologie der „Frischen Mettwurst“
Es muss im Sinne des Verbraucherschutzes bestimmte mikrobiologische Normen
geben, da von einigen mikrobiologischen Keimen eine potentielle Gefahr für den
Verbraucher ausgehen kann. Die mikrobiologischen Kriterien betreffen Mikroorganismen
und sollten deshalb in erster Linie auf die Abwesenheit oder die
quantitative Eingrenzung von pathogenen Mikroorganismen abzielen, da deren
pathogenes Potential häufig von der Dosis abhängt (SINELL 1985). Aufgrund des
hohen Risikos einer Kontamination mit eben diesen pathogenen Bakterien steht das
Produkt „Frische Mettwurst“ immer wieder im Mittelpunkt vieler Diskussionen. Bei
einer Untersuchung von elf Zwiebelmettwurstproben aus Betrieben des Lebensmitteleinzelhandels
von KARCHES und TEUFEL (1988) wurden bei der Hälfte der
untersuchten Proben Listerien isoliert, in einer Probe konnte sogar Listeria
monocytogenes nachgewiesen werden. SCHMIDT et al. (1988) ermittelten weit
höhere Belastungen mit Listerien. Sie konnten bei frischen Mettwürsten in 59 % der
untersuchten Proben Listeria monocytogenes isolieren. Im gleichen Jahr untersuchten
BREUER und PRÄNDL ebenfalls frische Mettwürste aus dem Handel und
ermittelten aus 67 % der Proben Listerien, davon waren in 23 % der untersuchten
Proben Listeria monocytogenes nachzuweisen. 1997 veröffentlichte das BgVV die

Literatur 35
Ergebnisse einer umfangreichen Studie, die bundesweit durchgeführt wurde. Dabei
wurde festgestellt, dass die Beschaffenheit frischer, streichfähiger Mettwürste häufig
mangelhaft war. Die Kontaminationsrate mit Salmonella ssp. beispielsweise lag bei
dem Produkt „Zwiebelmettwurst“ bei 3,8 %. Weiterhin konnten hohe Keimgehalte
anderer Bakterien wie Pseudomonaden, Enterobacteriacaea und Staphylokokken
nachgewiesen werden, was auf mangelnde Hygiene bei der Herstellung bzw. nicht
einwandfreies Rohmaterial hindeutet. EL ALAMI (1997) konnte koagulase-positive
Staphylokokken aus Rohwürsten aus dem Handel isolieren. Dabei konnte Staph.
aureus überwiegend mit geringen Keimgehalten zwischen 10 1 und 10 4 /g nach-
gewiesen werden. Auch SIEMS und SINELL konnten bereits 1974 koagulase-
positive Staphylokokken in 37,5 % der untersuchten Proben von „Frischer Mettwurst“
nachweisen. Laut Untersuchungsergebnissen von KUSCHFELDT (1980) lag die
aerobe Gesamtkeimzahl bei Werten von 10 3 KbE/g bis 10 9 KbE/g. Diese Beobach-
tungen überschneiden sich mit denen von EL ALAMI im Jahre 1997; in ihren
Untersuchungen konnte die Autorin aerobe Gesamtkeimzahlen bei frischen
Mettwürsten aus dem Handel zwischen 3,5 x 10 4 KbE/g und 1,1 x 10 9 KbE/g nach-
weisen. STANISLAWSKI (2000) berichtete bei industriell hergestellten frischen
Zwiebelmettwürsten ebenfalls von aeroben Gesamtkeimzahlen in Konzentrationen
von 6,0 x 10 7 KbE/g bis 3,9 x 10 8 KbE/g. All diese Untersuchungen bestätigen, dass
„Frische Mettwurst“ hohe Gesamtkeimzahlen aufweisen kann und eine
Kontamination mit pathogenen Keimen, wenn auch meist in geringen Mengen häufig
auftritt.
2.1.6.3.5 Hürdeneffekte
Für die Haltbarkeit von rohen Fleischerzeugnissen sind eine Reihe von Faktoren zu
berücksichtigen. Temperatur, pH- und aw-Wert, Natriumchlorid (NaCl), Nitritpökelsalz
(NPS) und Starterkulturen beispielsweise haben verschiedenartige Auswirkungen auf
die Stabilität von Rohwurst. Die Haltbarkeit der Rohprodukte wird dabei bedingt

36 Literatur
durch die Effekte auf das Wachstumsverhalten der vorhandenen Mikroorganismen
und die Kombination der einzelnen Hürden.
2.1.6.3.5.1 Einfluss der Temperatur
Für die Vermehrung bevorzugen die verschiedenen Bakterien-Spezies bestimmte
Temperaturbereiche. Man unterscheidet ganz allgemein psychrophile, mesophile und
thermophile Mikroorganismen (MO). Die psychrophilen MO vermehren sich bei Tem-
peraturen von 0 °C - 30 °C, optimal sind dabei Temperaturen von 5 °C – 20 °C.
Thermophile MO dagegen wachsen zwischen 30 °C und 80 °C mit einem Optimum
von 40 °C bis 60°C und die mesophilen Keime bevorzugen Temperaturen zwischen
5 °C und 45 °C, optimal sind dabei 15 °C bis 40 °C. Die meisten potentiell krank-
machenden Keime gehören in die Gruppe der mesophilen Bakterien. Somit hat die
Lagerungstemperatur eine große Bedeutung für die Haltbarkeit von rohen Produkten
wie „Frischer Mettwurst“. Nach einer Studie von SINELL und LEVETZOW (1966)
konnten die Autoren einen verzögerten Keimanstieg (besonders der Laktobazillen)
bei einer Lagertemperatur von 4 °C feststellen. ALBERT et al. (2002) stellten eine
Reduktion der Keimzahlen von Listeria monocytogenes bei Reife- bzw. Lagerungs-
temperaturen von 26 °C fest.
2.1.6.3.5.2 Auswirkungen von pH- und aw-Wert
Der pH-Wert des Fleisches wird als die Konzentration von Ionen der flüssigen Phase
des Fleisches im Gleichgewicht mit der festen Phase definiert. Der aw-Wert ist
definiert als der Dampfdruck der betreffenden Probe zum Dampfdruck des reinen
Lösungsmittels Wasser. „Frische Mettwurst“ hat eine Herstellungszeit von lediglich 3-
4 Tagen und wird häufig in wasserundurchlässigen Hüllen gereift, so dass bei
diesem Produkt eine Stabilisierung im mikrobiologischen Sinne allein über den pH-
Wert bzw. die aw-Wert-Absenkung zu erreichen wäre (LEISTNER 1985). Für die

Literatur 37
Herstellung von Rohwurst wird Fleisch mit pH-Werten von 5,4 bis 5,8 verwendet. Da
„Frische Mettwurst“ aber während der Reifung nur eine geringe Abtrocknung erfährt,
kann der aw-Wert lediglich durch die Zugabe von Salz oder Speck beeinflusst werden
(ALBERT et al. 2002). Der hieraus resultierende höhere aw-Wert bedingt zusammen
mit einem geringen Säuregrad und dem vergleichsweise hohen pH-Wert den frischen
Charakter der frischen, streichfähigen Mettwurst. Die Absenkung des pH-Wertes ist
demnach eine wichtige Hürde, mit der eine bessere Haltbarkeit der Produkte zu
erreichen ist (BUCKENHÜSKES u. GEHRING 2000). Diese Absenkung des pH-
Wertes wird normalerweise durch die enzymatische Aktivität der Milchsäurebakterien
bei gleichzeitiger Anwesenheit von Kohlehydrahten bewirkt (WEBER 1996). Nach
den von MANTEL und BECK (1975) veröffentlichten Ergebnissen ihrer Studie zur
Beurteilung von „Frischer Mettwurst“ unter besonderer Berücksichtigung des mikrobiologischen
Status konnten die Autoren bei pH-Werten von 5,1 und 6,1 keine
Korrelationen zum Wachstum der aeroben Gesamtkeimzahl feststellen. KARCHES
und TEUFEL (1988) wiesen nach, das das Wachstum von Listeria monocytogenes
bei einem pH-Wert von 5,3 keine wesentliche Reduktion aufwies.
2.1.6.3.5.3 Einfluss von Natriumchlorid (NaCl) und Nitritpökelsalz (NPS)
Kochsalz (NaCl) verbessert in erster Linie den Geschmack, aber es entzieht dem
Fleisch zusätzlich Wasser und die darin gelösten Eiweißstoffe, was für die Bindung
und Verfestigung der Wurstmasse wichtig ist (CORETTI 1974). Dass beispielsweise
Laktobazillen, welche in der Ausgangsmasse nur in geringer Zahl vorhanden sind,
sich in einer Rohwurst fast immer gegenüber den anderen Keimen durchsetzen
können, ist auf den Zusatz von NaCl zurückzuführen (LEISTNER 1985). Aber auch
der Zusatz von Zucker unterstützt das Wachstum dieser Keime. Dem Nitrit wurde
zusätzlich eine keimhemmende Wirkung nachgewiesen. LEISTNER (1985) fand
heraus, dass durch Zusatz von 125 ppm Natriumnitrit eine Vermehrung von
Salmonella ssp. verhindert werden kann. Der Zusatz von Nitrit bei der Herstellung
von Rohwurst ist nur in Form von Nitritpökelsalz (NPS) zulässig (Zusatzstoffzu-

38 Literatur
lassungsverordnung (ZzulV)). NPS ist nach § 2 und Anlage 1 der Zusatzstoffverkehrsverordnung
(ZverkV) den Zusatzstoffen gleichgestellt. Bei der Rohwurstherstellung
ist der Nitritgehalt besonders zu Beginn der Reifung von Bedeutung
(HECHELMANN 1985; WEBER 1996). NPS wird hierbei zur Stabilisierung der
Fleischfarbe, also für die Umrötung eingesetzt, aber es hat auch günstige
Auswirkungen auf die Aromabildung sowie die Fettstabilisierung. Ohne Pökelstoffe
bekommt die Wurst nicht die erwünschte pökelrote Farbe (CORETTI 1974).
Nitritpökelsalz hat weiterhin Einfluss auf den Geschmack und dient zusätzlich als
Antioxidans (BIRZELE et al. 2005). Diesen technologisch erwünschten Reaktionen
stehen Diskussionen um eine mögliche krebserregende Wirkung des Nitrits
kontrovers gegenüber. Gemäß einer epidemiologischen Studie von WILD im Jahre
2003 können aber bezüglich eines potentiell höheren Magenkrebsrisikos durch einen
vermehrten Verzehr von nitritgepökelten Fleischerzeugnissen keine Aussagen
getroffen werden. Für die Verwendung von Nitritpökelsalz gibt es gesetzliche
Regelungen. Die Zugabemenge von Nitritpökelsalz ist gemäß Anlage 4 B der ZzulV
für nicht hitzebehandelte gepökelte Fleischerzeugnisse wie z.B. Rohwurst auf 150
mg Kaliumnitrit und Natriumnitrit, einzeln oder vermischt, pro Kilogramm Fleisch- und
Fettmenge begrenzt.
2.1.6.3.5.4 Einfluss von Starterkulturen
Den Milchsäurebakterien kommt eine besondere Bedeutung bei der Rohwurstreifung
zu. Sie bilden im Verlauf der Reifung D(-)-Milchsäure und tragen so durch Säuerung
des Produktes zur Haltbarmachung der Rohwurst bei. Durch diese bakterielle
Produktion von Milchsäure bei Anwesenheit von Kohlehydrahten wird die Wurst
stabilisiert und der pH-Wert abgesenkt. Die Stabilisation beruht dabei auf der
Tatsache, dass durch diese so genannte Fermentationsflora die unerwünschte
Begleitflora (pathogene Keime, Verderbnisflora) gehemmt wird (JÖCKEL u. KLARE
2000). Die L(+)-Milchsäure wird durch das Rohmaterial Fleisch in das Produkt
eingebracht, daher wird der Gehalt an D(-)-Milchsäure als zuverlässiges Zeichen der

Literatur 39
bakteriellen Produktion und damit für einen mikrobiellen Reifungsprozess angesehen
(BUCKENHÜSKES u. FISCHER 2001).
2.1.6.3.6 Fleischfarbe
Die Farbe von frischem Fleisch ist das für den Verbraucher beim Kauf offensichtlichste
Kriterium für die Bewertung der Qualität (MØLLER et al. 2002). Die Muskelfarbe
hängt ganz allgemein von der Konzentration des Sauerstoffs in der umgebenden
Atmosphäre ab, der Oxidationszustand des Muskelfarbstoffs Myoglobin (Mb) ist dabei
ein wesentlicher Faktor. Myoglobin liegt normalerweise in Postrigor-Fleisch in
nicht oxidiertem Zustand (Deoxymyoglobin, Fe 2+ ) in der Muskulatur vor. Während der
Weiterverarbeitung wird das Deoxymyoglobin durch den Umgebungssauerstoff zu
Oxymyoglobin (Fe 2+ ) oxigeniert und das Fleisch erhält so seine satte rote Farbe.
Konzentrationen von mehr als 5 % Sauerstoff bei der Verpackung von frischem
Fleisch bedingen diese Rotfärbung, während geringere Konzentrationen zur
Braunfärbung des Fleisches führen (THIPPAREDDI u. PHEBUS 2003). Die
Braunfärbung des Fleisches beruht chemisch auf einer Oxidation des Myoglobins zu
Metmyoglobin (Fe 3+ ). Bei der Herstellung von Rohwurst findet ein zusätzlicher
chemischer Prozess, die Umrötung statt. Dabei wird bei Produkten wie „Frischer
Mettwurst“ Nitritpökelsalz (NPS) als Pökelstoff eingesetzt. Nitrit (NO2) kann ebenfalls
durch bakterielle Reduktion aus Nitrat (NO3) gebildet werden. Bei der durch das Nitrit
bedingten Umrötung der „Frischen Mettwurst“ wird chemisch zuerst das Deoxymyoglobin
(Fe 2+ ) durch das Nitrit zu Metmyoglobin (Fe 3+ ) oxidiert, das Wurstbrät
verfärbt sich ins Braune. Bei dieser Reaktion entsteht weiterhin Stickoxid (NO).
Dieses geht dann mit dem Myoglobin eine stabile Bindung ein, d. h. das Stickoxid
bindet sich irreversibel an das Eisenatom des Myoglobins. Es entsteht Nitrosomyoglobin
(Fe 2+ ), das stabile Pökelrot. Die Farbe ist als hellrot bis pink (LAWRIE
1979) zu beschreiben. Diese Verbindung ist sehr licht- und sauerstoffstabil und auch
durch Wärmebehandlung wenig beeinflussbar. Abbildung 1 zeigt schematisch die

40 Literatur
Beziehung zwischen dem Oxidationszustand des Muskelfarbstoffs Myoglobin (Mb)
und der Farbe des frischen Fleisches bzw. der umgeröteten Rohwurst.
+NO
Nitrosomyoglobin
Fe 2+
(hellrot)
Myoglobin
Fe 2+
(lila-rot)
+ O2
Oxymyoglobin
Fe 2+
(satt-rot)
+ O2
- O2
- O2
+e -
-e -
-e -
+ O2
Metmyoglobin
Fe 3+
(braun)
Abb. 1: Zusammenhang zwischen Oxidationszustand des Eisens im Myoglobin-
molekül (Mb) und der Farbe des Produkts
2.2 Modified Atmosphere Packaging (MAP)
2.2.1 Allgemeines
Für die Qualitätserhaltung von Lebensmitteln ist neben der Kühlung die Verpackung
ein wichtiges Kriterium. Bei Lebensmitteln steht dabei in erster Linie der Schutz vor
atmosphärischen Einflüssen im Vordergrund (PAULUS 1996), aber auch der Schutz
vor direkter Berührung durch das Personal oder die Kundschaft. Daher werden viele
Lebensmittel heutzutage unter Schutzatmosphäre verpackt. Diese Verpackungstechnologie
wird auch Modified atmosphere packaging (MAP) genannt. In den letzten
zwei Jahrzehnten ist diese Art der Verpackung immer mehr in den Vordergrund
gerückt, als „neue“ Technologie kann man sie aber dennoch nicht bezeichnen. Die
ersten Berichte reichen bis in die dreißiger Jahre zurück; damals wurde erstmals
frisches Rindfleisch unter CO2 verpackt mit dem Schiff von Australien nach
Neuseeland versendet (FARBER 1990). Modified atmosphere packaging (MAP) wird
+e -

Literatur 41
beschrieben als „der Einschluss von Lebensmitteln in Gas undurchlässigem Material,
in welchem die Atmosphärenzusammensetzung verändert wurde“ (YOUNG et al.
1988). Weiterhin wird diese Technologie beschrieben als die optimale Gasat-
mosphäre für das jeweilige Produkt in einer spezifischen Verpackung. Diese optimale
Atmosphäre ist abhängig von bestimmten intrinsischen Faktoren wie pH-Wert,
aw-Wert, Fettgehalt und Art des Fettes des Produktes (DEVLIEGHERE et al. 2004).
Durch die veränderte Schutzatmosphäre sollen Verderbniserreger gehemmt werden
und somit die Qualität verbessert und die Haltbarkeitsdauer des Lebensmittels
verlängert werden. Es existieren zwei unterschiedliche Formen der Verpackung mit
modifizierten Atmosphären: die Vakuumverpackung und die Verpackung unter
Schutzatmosphäre. Bei der Vakuumverpackung wird das Lebensmittel in einem
Material mit geringer Sauerstoffdurchlässigkeit unter vollständigem Entzug der
vorhandenen Atmosphäre verpackt. Die Verpackung unter Schutzatmosphäre
unterscheidet sich von der Vakuumverpackung dadurch, dass nach Entzug der
vorhandenen Atmosphäre eine definierte „neue“ Atmosphäre in die Verpackung
eingebracht wird (SMITH et al. 1990). Bei der Wahl der Verpackungstechnologie ist
es sinnvoll, oxidativ gefährdete Lebensmittel (z. B. Aufschnittware von Mortadella,
Salami) entweder unter Vakuum oder unter Atmosphären, die Stickstoff enthalten, zu
verpacken. Essentiell dabei ist es, Sauerstoff als Schutzgas für diese Produkte
auszuschließen (DEVLIEGHERE et al. 2004). Bei mikrobiologisch gefährdeten
Lebensmitteln dagegen findet vorwiegend Kohlendioxid (CO2) als Schutzgas
Verwendung, da dem Kohlendioxid eine bakteriostatische Wirkung nachgesagt wird
(PAULUS 1996). Generell werden für die MAP-Technologie drei Gase in
verschiedenen Zusammensetzungen als Schutzgase verwendet: Sauerstoff (O2),
Stickstoff (N2) und Kohlendioxid (CO2) (FARBER 1990, CHURCH u. PARSONS
1995, NOWAK et al. 2005). In den letzten Jahren finden vermehrt auch Spuren der
Gase Kohlenmonoxid (CO), Argon (Ar) und Helium (He) Verwendung als Schutzgase
(THIPPAREDDI u. PHEBUS 2003). Es gibt viele Vorteile von modified atmosphere
packaging, aber es gibt auch einige nennenswerte Probleme. Als Vorteile sind eine
verlängerte Haltbarkeit und weniger wirtschaftliche Verluste zu nennen. Außerdem
sind unter Schutzatmosphäre verpackte Produkte von hoher Qualität. Nachteilig

42 Literatur
allerdings sind die deutlich höheren Kosten für die Verpackung und das Equipment,
da beispielsweise für verschiedene Produkte verschiedene Zusammensetzungen der
unterschiedlichen Gase benötig werden. Weiterhin muss das Personal geschult
werden und eine Temperaturkontrolle der verpackten Produkte ist unerlässlich. Ein
ganz wesentlich nachteiliger Punkt ist die mikrobiologische Sicherheit der Waren, da
sich durch die längere Haltbarkeit auch unerwünschte Keime vermehren können,
besonders die psychrotrophen Bakterien wie Listeria monocytogenes, die in der Lage
sind, unter Kühltemperaturen zu wachsen (FARBER 1990). Tabelle 4 bietet eine
Übersicht über die Vor- und Nachteile der MAP-Technologie.
Tabelle 4: Vor- und Nachteile der MAP-Technologie (FARBER 1990)
Vorteile Nachteile
Verlängerung der Haltbarkeit höhere Kosten für Verpackung und Equipment
geringere wirtschaftliche Verluste Temperaturkontrolle ist unerlässlich
Hohe Qualität des Produktes mikrobiologische Sicherheit ist herabgesetzt
niedrigere Versandkosten Personal muss geschult werden
2.2.2 Allgemeine Wirkung verschiedener Schutzgase
2.2.2.1 Kohlendioxid (CO2)
Kohlendioxid (CO2) kann aufgrund seiner antimikrobiellen und fungistatischen
Wirkung als wichtigstes Schutzgas bei der Verpackung von Frischfleisch und
Erzeugnissen daraus angesehen werden. Eine Hemmung des Wachstums der
aeroben Mikroflora findet bei Verwendung von höheren Dosen CO2 als Schutzgas
statt (CARLIN et al. 1996). Bei Konzentrationen von 30 Vol. % und 50 Vol. % CO2 in
der Atmosphäre konnten die Autoren eine signifikante Verzögerung der Wachstumsrate
der aeroben Keime beobachten. Auch ARASHISAR et al. (2004) zeigten in ihren

Literatur 43
Untersuchungen ein verzögertes Wachstum von aeroben Keimen bei 100 Vol. %
Kohlendioxid. CO2 hat weiterhin einen Einfluss auf die Farbe von frischem Fleisch.
MARTINÉZ et al. (2005) untersuchten frische Bratwürste, verpackt unter Schutzat-
mosphäre mit verschiedenen Konzentrationen von CO2 und N2. Die Autoren konnten
beobachten, dass die rote Farbe der Wurst besser erhalten werden konnte bei
niedrigen Konzentrationen von 20 Vol. % CO2 als bei höheren von beispielsweise
80 Vol. % CO2. Weiterhin stellten die Autoren bei Verwendung von 20 Vol. % CO2 in
Abwesenheit von Sauerstoff eine Verlängerung der Haltbarkeit fest.
Das in der modifizierten Atmosphäre enthaltene CO2 löst sich zum Großteil zuerst in
der wässrigen Phase des Lebensmittels. Die Löslichkeit des Gases in dem jeweiligen
Produkt ist von pH-Wert und Temperatur des Lebensmittels abhängig, bei niedrigen
Temperaturen und pH-Werten steigt die Löslichkeit an (THIPPAREDDI u. PHEBUS
2003). Die Lösung des CO2 in der wässrigen Phase führt zu einer leichten pH-Wert-
Absenkung (FARBER 1990; DEVLIEGHERE et al. 2000). Dieses wird durch die
Säuerung des Produktes als eine Möglichkeit der keimhemmenden Wirkung des
Kohlendioxids betrachtet. Der genaue Mechanismus hierfür ist allerdings noch nicht
bekannt, ganz allgemein hat Kohlendioxid aber einen indirekten Einfluss auf die
Mikroorganismen, da die lag-Phase des Bakterienwachstums ausgedehnt wird und
die Wachstumsrate in der logarithmischen Phase herabgesetzt ist (FARBER 1990;
CHURCH u. PARSON 1995). Die Löslichkeit des Gases in der flüssigen Phase des
Produktes wird beeinflusst von dem Gasvolumen/Produkt-Verhältnis und der
Durchlässigkeit der Folie für CO2 (DEVLIEGHERE et al. 2000). Durch die Löslichkeit
des Gases in Wasser und Fett ist die Verwendbarkeit von CO2 in der MAP-
Technologie allerdings begrenzt, da diese hohe Wasser- und Fettlöslichkeit eine
extreme Verformung der Verpackung bedingen kann, wenn der Anteil an CO2 in der
Atmosphäre zu hoch ist (CHURCH u. PARSON 1995; DEVLIEGHERE et al. 2004).
Der Einsatz von CO2 als Schutzgas hat einen weiteren großen Nachteil, da durch die
Verwendung von hohen CO2-Konzentrationen zwar die aeroben Mikroorganismen
gehemmt werden, die pathogenen Keime aber weiter wachsen können, das bedeutet
das Produkt kann für den Verbraucher gefährlich hohe Keimzahlen von pathogenen

44 Literatur
Keimen erreichen, bevor es für diesen als nicht mehr akzeptabel erkannt werden
kann (FARBER 1990; DEVLIEGHERE et al. 2000; NOWAK et al. 2005). Aerobe
Keime dienen als Indikator für Verderb.
2.2.2.2 Stickstoff (N2)
Stickstoff (N2) wird als geruchloses, inertes Gas bei der MAP -Technologie gerne als
Füllgas eingesetzt. Da es kaum wasserlöslich ist, wird durch den Einsatz von
Stickstoff einem Kollaps der Verpackung bei Verwendung von hohen CO2-Dosen
vorgebeugt (LAMBERT et al. 1991). Außerdem ist N2 in der Lage, Sauerstoff aus der
Verpackung zu verdrängen, so dass das Wachstum der aeroben Keime zusätzlich
indirekt gehemmt wird und ebenfalls keine Fettoxidation stattfinden kann (FARBER
1990; THIPPAREDDI u. PHEBUS 2003). Dem Stickstoff selbst konnte kein Einfluss
auf die Fleischfarbe (LAMBERT et al. 1991; THIPPAREDDI u. PHEBUS 2003) und
nur geringe bzw. keine eigenständigen Wirkungen auf das Wachstum von
Mikroorganismen nachgewiesen werden (FARBER 1990). KOSEKI und ITOH (2002)
fanden heraus, dass N2, verwendet zu 100 Vol. %, weder auf die mesophile aerobe
Gesamtkeimzahl oder auf coliforme Bakterien und Bacillus cereus noch auf
psychrophile Keime signifikante Auswirkungen in Bezug auf das Wachstum hat.
Dagegen stehen die Aussagen von ENFORS et al (1979). Die Autoren konnten in
ihren Untersuchungen eine Verlängerung der Haltbarkeitsdauer von Schweinefleisch
beobachten. Sie zeigten, dass die aerobe Keimzahl unter 100 Vol. % N2 die doppelte
Zeit im Vergleich zur unverpackten Ware brauchte, um Keimzahlen von 5 x 10 6 / cm 2
zu erreichen.
2.2.2.3 Sauerstoff (O2)
Die Verwendung von Sauerstoff (O2) als Schutzgas hat verschiedene Auswirkungen
auf das Aussehen der verpackten Produkte zum einen und auf den mikrobio-

Literatur 45
logischen Status derselben zum anderen. O2 fördert generell das Wachstum der
aeroben Keimflora und kann das Wachstum der obligat anaeroben Keime hemmen
(FARBER 1990). Durch eine Begünstigung der aeroben Keimflora wird allerdings
ebenfalls der Verderb beschleunigt. Eine wichtige Bedeutung hat O2 bei der
Verpackung von frischem Fleisch, da durch den Sauerstoff die frische rote Farbe des
Fleisches länger erhalten bleibt. Der in der Atmosphäre enthaltene Sauerstoff
verbindet sich mit dem Muskelfarbstoff Myoglobin zu Oxymyoglobin, dadurch bleibt
die rote Fleischfarbe erhalten (FARBER 1990; CHURCH u. PARSONS 1995).
MARTINÉZ et al. (2005) untersuchten frische Bratwürste in einer Verpackung mit
modifizierten Atmosphären mit 20 Vol. % CO2 und 80 Vol. % O2. Bei hohen O2-
Konzentrationen blieb die rote Fleischfarbe länger erhalten, allerdings war die Haltbarkeit
herabgesetzt.
2.2.2.4 Argon (Ar)
Argon ist ein in der Atmosphäre vorkommendes Edelgas. Es wird in den letzten
Jahren vermehrt als Füllgas bei der MAP-Technologie verwendet (NOWAK et al.
2005). Im Vergleich zu der auf Stickstoff basierenden Technologie ist Argon (Ar) in
der Lage, den Sauerstoff effektiver aus der Verpackung zu verdrängen als Stickstoff
(N2) (SPENCER u. HUMPHREYS 2003). In ihrer Studie untersuchten die Autoren
verschiedene Lebensmittel wie z. B. Käse, Geflügelfleisch oder Fleischerzeugnisse
und fanden heraus, dass Argon positive Auswirkungen auf den Geschmack, das
Aroma, das Aussehen, die Farbe und die Struktur der Produkte hat.

46 Literatur
2.2.3 Wirkung der Gase auf Listeria monocytogenes
2.2.3.1 Kohlendioxid (CO2) und Stickstoff (N2)
Kohlendioxid (CO2) wird in Kombination mit Stickstoff (N2) in der MAP-Technologie
zur anaeroben Verpackung von Fleischerzeugnissen verwendet. Dabei liegen die
Schutzgase häufig in verschiedenen Konzentrationen vor. Stickstoff dient hierbei wie
oben beschrieben als Stützgas (s. Kapitel 2.2.2.2.). Der Effekt von Kohlendioxid auf
das Wachstum von Listeria monocytogenes ist nicht genau geklärt, es gibt in der
Literatur widersprüchliche Aussagen. Andere Parameter wie Temperatur und pH-
Wert des Produkts stehen dabei in direktem Zusammenhang zur Wirkung des
Gases. HARRISON et al. (2000) untersuchten das Wachstum von Listeria monocytogenes
in einem flüssigen Medium jeweils bei 4 °C und 8 °C unter MA1 (5 Vol. % O2,
10 Vol. % CO2, 85 Vol. % N2) und ebenfalls unter MA2 (30 Vol. % CO2, 70 Vol. % N2),
als Kontrolle diente das Wachstum unter Normalatmosphäre. Die Autoren konnten
signifikante Veränderungen in der Wachstumsrate feststellen. MA1 und MA2 bewirkten
eine Hemmung des Wachstums der Keime bei 4 °C, im Gegensatz dazu konnte
bei 8 °C lediglich in der Charge MA2 eine Wachstumshemmung beobachtet werden.
MA1 hatte mit der Kontrollcharge identische Wachstumsraten. GARCÍA DE
FERNANDO et al. (1995) berichten, dass bei rohem Fleisch mit einem für dieses
Produkt normalen pH-Wert (z.B. 5,5) und einer niedrigen Lagerungstemperatur von
z. B. 1 °C das Wachstum psychrotrophen Bakterien wie Listeria monocytogenes gehemmt
werden konnte, wenn der Anteil des Kohlendioxids bei 40 Vol. % liegt. Bei
höheren pH-Werten und Temperaturen allerdings können diese Keime wachsen. Im
Gegensatz dazu stehen die Ergebnisse von WIMPFHEIMER et al. (1990). Rohes
Geflügel wurde mit Listerien beimpft, unter einer aeroben, modifizierten Atmosphäre
(72,5:22,5:5, CO2:N2:O2) verpackt und bei verschiedenen Temperaturen gelagert.
Das Wachstum von Listeria monocytogenes wurde durch diese Schutzatmosphäre
nicht beeinträchtigt. GILL und REICHEL (1989) konnten in ihren Untersuchungen
ebenfalls keine keimhemmende Wirkung auf Listeria monocytogenes nachweisen.

Literatur 47
Rindfleischproben wurden dabei mit Listeria monocytogenes beimpft und unter CO2-
Atmosphäre verpackt. Die Lagerungstemperatur betrug 10 °C. Die Autoren konnten
keine wachstumshemmende Wirkung der Atmosphäre auf Listeria monocytogenes
beobachten. Untersuchungen von KRÄMER und BAUMGART (1992) bestätigen
ebenfalls diese Beobachtungen. Bei 4 °C wurde unter CO2-Konzentrationen von
50 Vol. % bzw. 80 Vol. % das Wachstum der Bakterien gehemmt, bei einer Lage-
rungstemperatur von 7 °C dagegen konnte ein Wachstum von Listeria monocytoge-
nes noch unter 80 Vol. % CO2 nachgewiesen werden. Die Auswirkungen der
Atmosphäre allein konnten von SZABO und CAHILL (1998) in ihrer Studie in der
Verlängerung der lag-Phase der Bakterien beschreiben. Dabei konnten die Autoren
eine inhibitorische Wirkung auf das Wachstum von Listeria monocytogenes bei
Verwendung von 100 Vol. % Kohlendioxid nachweisen. Wachstumshemmende
Wirkungen auf die Keime konnten CLAIRE et al. (2004) in ihren Untersuchungen mit
höheren Dosen von CO2 ebenfalls nachweisen. Modifizierte Atmosphären unter
100 Vol. % Stickstoff dagegen unterstützten sogar das Wachstum von psychro-
trophen Bakterien wie Listeria monocytogenes (GARCÍA DE FERNANDO et al.
1995). Auch hier zeigt die Literatur starke Widersprüche. KOSEKI und ITOH (2002)
konnten in ihren Versuchen keine hemmende Wirkung auf das Wachstum von
psychrophilen Bakterien beobachten.
2.2.3.2 Sauerstoff (O2)
GEYSEN et al. beobachteten in ihrer Studie im Jahre 2005, dass Sauerstoff selbst
hochdosiert keine keimhemmenden Auswirkungen auf das Wachstum von Listeria
monocytogenes besitzt. Die Autoren beimpften einen Nährboden mit Listeria innocua
als Modelkeim für Listeria monocytogenes und stellten heraus, dass der Einsatz von
O2 als hochdosiertes Schutzgas keinen signifikanten Einfluss auf das Wachstum der
Keime hatte. Die Lagerungstemperatur betrug dabei 7 °C, als Nährboden wurde ein
einfacher Nährboden gewählt, um die natürliche Qualität von Lebensmitteln nach-
zuahmen.

48 Literatur
2.2.3.3 Argon (Ar)
Spezielle Ergebnisse aus Untersuchungen zum Einfluss von Argon (Ar) auf das
Wachstum von Listeria monocytogenes liegen in der Literatur zum aktuellen Zeit-
punkt nicht vor.
2.2.3.4 Wachstum von Listeria monocytogenes in normaler Umgebungs-
atmosphäre
Listeria monocytogenes ist in der Lage, sich in einer natürlichen Umgebungs-
atmosphäre zu vermehren. WIMPFHEIMER et al. (1990) fanden in einer Unter-
suchung von Listeria monocytogenes in rohem Hühnerfleisch, verpackt in normaler
Umgebungsatmosphäre, heraus, dass die Bakterien sich in dieser Atmosphäre bei
jeder Temperatur vermehren konnten. Auch MANU-TAWIAH et al. (1993) beob-
achteten in ihrer Studie ein Wachstum von Listeria monocytogenes in normaler
Umgebungsatmosphäre. Die Autoren untersuchten in ihrer Studie Schweineschnitzel
in modifizierter Atmosphärenverpackung und verpackt unter Umgebungsatmosphäre.
Sie stellten dabei fest, dass sich Keime von Listeria monocytogenes allerdings
langsamer vermehrten als die übrige psychrotrophe Keimflora. Im Jahre 1998
konnten SZABO und CAHILL in ihren Untersuchungen ebenfalls ein Wachstum von
Listeria monocytogenes in Umgebungsatmosphäre mit Lagerung bei 4 °C bestätigen.
2.3 Mikrobiologische Kriterien
1962 wurde eine gemeinschaftliche Einrichtung der Ernährungs- und Landwirtschaftsorganisation
der Vereinten Nationen (FAO) und der Weltgesundheitsorganisation
(WHO) gegründet, die Codex Alimentarius Kommission. Das wichtigste Ziel
dieser Kommission ist der gesundheitliche Verbraucherschutz im internationalen
Verkehr mit Lebensmitteln (BgVV 2001). Der Codex Alimentarius enthält eine

Literatur 49
Sammlung von Definitionen und Sicherheitsanforderungen an Lebensmittel mit
hohem Stellenwert in der Welthandelsordnung.
2.3.1 Nationale Empfehlungen
Durch das ehemalige Bundesgesundheitsamt (BGA) wurden 1991 erstmals
Empfehlungen zum Nachweis und zur Bewertung von Listeria monocytogenes in
Lebensmitteln herausgegeben, die 1994 bereits korrigiert wurden. Die Bewertung
des Vorkommens von Listeria monocytogenes (L.m.) in Lebensmitteln beruhte
demnach auf einem quantitativen Ansatz. Die Lebensmittel konnten danach als
„geeignet, die Gesundheit zu schädigen“ eingestuft werden und dazu diente als
vorgegebener Beurteilungswert im Jahr 1991 10 4 KbE/g bzw. ml Lebensmittel, im
Jahr 1994 dann wurde dieser Wert auf 10 3 KbE/g bzw. ml Lebensmittel festgesetzt.
Im Juli 2000 verfasste das Bundesinstitut für gesundheitlichen Verbraucherschutz
und Veterinärmedizin (BgVV) als eine der Nachfolgeorganisationen des BGA’s eine
Neufassung der Empfehlungen zum Nachweis und zur Bewertung von Listeria
monocytogenes in Lebensmitteln im Rahmen der amtlichen Lebensmittel-
überwachung, da durch ein Schnellwarnsystem der Europäischen Union einige
Beanstandungen in grenzüberschreitenden Handelsverkehr festzustellen waren.
Weiterhin sollte eine Einstufung der Produkte in „gesundheitlich unbedenklich“
möglich sein. Daher wurde der genannte Beurteilungswert (L.m.) auf 10 2 KbE/g bzw.
ml Lebensmittel festgesetzt (BgVV 2000).
Die zu bewertenden Lebensmittel wurden in vier Kategorien eingeteilt:
I. Abtötung von L. m. gewährleistet und Rekontamination unmöglich
II. Kontamination mit L. m. und Vermehrung möglich
III. Kontamination mit L. m., aber keine Vermehrung möglich
IV. Nicht verzehrsfertige LM, die bestimmungsgemäß vor Verzehr erhitzt werden
müssen

50 Literatur
In Tabelle 5 sind Beispiele für Produkte der unterschiedlichen Kategorien aufgeführt.
Tab. 5: Beispiele für Produkte in den einzelnen Lebensmittel-Kategorien (modifiziert
nach BgVV 2000)
Kategorie I Säuglings und Kleinkindernahrung
Kategorie II
A Wärmebehandelte, aber nicht anderweitig
stabilisierte Lebensmittel
B Nicht wärmebehandelte, nicht stabilisierte
Lebensmittel
Kategorie III
A Wärmebehandelte stabilisierte Lebensmittel
B Nicht wärmebehandelte, aber anderweitig
stabilisierte Lebensmittel
Speziell f. Schwangere und Kranke
gegarte Fleisch- u. Fischerzeugnisse
Weichkäse, Frischkäse
Rohfleischerzeugnisse, Rohwurst wie
schnell gereifte „Frische Mettwurst“
Garnelen u. Krebsfleisch (mit Kons.)
Rohfleischerzeugnisse: Dauerwürste
tiefgefr. Hackfleisch
Kategorie IV frisches Fleisch u. Geflügel, Fleischzubereitungen,
z.B. Bratwurst
2.3.2 EU-Recht
Im Rahmen der Einführung des neuen EU-Rechts ist auch die Verordnung (EG) Nr.
2073/2005 der Kommission vom 15. November 2005 über Mikrobiologische Kriterien
für Lebensmittel Anfang 2006 in Kraft getreten. In Artikel 2 wird der Begriff
„Mikrobiologisches Kriterium“ als ein Kriterium, das die Akzeptabilität eines
Erzeugnisses anhand des Nichtvorhandenseins, des Vorhandenseins oder der
Anzahl der Mikroorganismen (MO) je Einheit Masse festlegt, definiert. Gemäß
Anhang I dieser Verordnung sind folgende drei Lebensmittel-Kategorien in Bezug auf
das Vorkommen von Listeria monocytogenes beschrieben:

Literatur 51
I. Verzehrfertige LM, die für Säuglinge oder für besondere medizinische Zwecke
bestimmt sind
II. Andere als für Säuglinge oder für besondere medizinische Zwecke bestimmte,
verzehrsfertige Lebensmittel, die die Vermehrung von L.m. begünstigen können.
III. Andere als für Säuglinge oder für besondere medizinische Zwecke bestimmte,
verzehrsfertige LM, die die Vermehrung nicht begünstigen können.
Tabelle 6 gibt den Auszug der Lebensmittelsicherheitskriterien für Listeria monocy-
togenes in den o.g. Lebensmittelkategorien wieder. Die Tabelle enthält für das
Kriterium Listeria monocytogenes Angaben über Probenahmeplan, Grenzwerte,
analytische Referenzmethode und die Stufe, für die das Kriterium gilt.
Tab. 6: Auszug der Lebensmittelkriterien gemäß Anhang I der Verordnung (EG) Nr.
2073/2005 der Kommission vom 15. November 2005 über Mikrobiologische Kriterien
für Lebensmittel für Listeria monocytogenes
LM- Probenahme Grenzwerte
Kategorie n c m M
I 10 0
II
in 25g nicht
nachweisbar
Analytische
Referenzmethode
EN/ISO 11290-1
5 0 100 KbE/g EN/ISO 11290-2
5 0
in 25g nicht
nachweisbar
EN/ISO 11290-1
III 5 0 100 KbE/g EN/ISO 11290-2
Stufe, für die das
Kriterium gilt
In Verkehr gebrachte
Erzeugnisse, während
der Haltbarkeitsdauer
In Verkehr gebrachte
Erzeugnisse, während
der Haltbarkeitsdauer
vor Verlassen der
Kontrolle des LM-
Herstellers
In Verkehr gebrachte
Erzeugnisse, während
der Haltbarkeitsdauer

52 Eigene Untersuchungen
3. Eigene Untersuchungen
3.1 Material
Für die im Folgenden dargestellten Versuche wurde eine Wurstgrundmasse nach Art
einer „Frischen Mettwurst“ (gemäß Leitsätze für Fleisch und Fleischerzeugnisse,
2.212.3) hergestellt, mit Listeria monocytogenes beimpft, unter Schutzatmosphäre
verpackt und unter Kühlbedingungen (7 °C) gelagert. Die Wurstmasse wurde in den
Vorversuchen mit einem Referenzstamm von Listeria monocytogenes (Serovar 1/2a,
DSM 20600), in den Hauptversuchen mit einem Feldstamm von Listeria mono-
cytogenes dotiert. Die Reifung der „Frischen Mettwurst“ erfolgte unter Kühlbedin-
gungen (7 °C) in der Verpackung unter Schutzatmosphäre über einen Zeitraum von
drei bis vier Tagen.
3.1.1 „Frische Mettwurst“
Die in den Versuchen eingesetzte Wurstmasse wurde in Anlehnung an die übliche
handwerkliche Praxis im Institut für Lebensmittelqualität und -sicherheit der Stiftung
Tierärztliche Hochschule Hannover hergestellt. Zur Produktion der Mettwurstmasse
(3000 g je Charge in den Vorversuchen, 5000 g je Charge in den Hauptversuchen)
wurden 80 % grob entfettetes Schweinefleisch (Mm. Semimembranosus, semitendinosus
u. glutaeus medius) und 20 % Fettgewebe (Leitsätze für Fleisch und
Fleischerzeugnisse, 2.212.3) vom Schwein zu einer Grundmasse verarbeitet. Der
eingesetzte Rückenspeck wurde zuvor für eineinhalb Stunden, das Fleisch für etwa
eine Stunde in einen Froster verbracht und auf eine Kerntemperatur von 2 °C
heruntergekühlt. Die verwendeten Rohstoffe wurden ausschließlich vom Schlachtbetrieb
Hannover (Röpkestr. 12, 30173 Hannover) bezogen.

Eigene Untersuchungen 53
Um einen möglichst niedrigen Anfangskeimgehalt in der Rohwurst zu gewährleisten,
wurde das Fleisch mittels steriler Arbeitsmaterialien aus der Tiefe der Muskulatur
entnommen (Mm. Semimembranosus, semitendinosus u. glutaeus medius). Das
dazu verwendete Besteck war zuvor in einem Sterilisationsschrank (Fa. Memmert
GmbH und Co. KG, Schwabach) für vier Stunden bei 200 °C sterilisiert worden.
Muskulatur und Speck wurden zusammen in einer Zerkleinerungsmaschine (Typ WD
114, Fa. Seydelmann, Stuttgart) auf eine Endkörnung der Wurstgrundmasse von drei
Millimetern zerkleinert und danach unter Kühlbedingungen (7 °C) mit Listeria
monocytogenes beimpft. Abschließend wurden 1,8 Massenprozent Nitritpökelsalz
(suprasel ® , 0,5 %, Hengelo, Niederlande) zugesetzt.
3.1.2 Mikroorganismen
In den Vorversuchen (VV) wurde die Wurstmasse mit dem humanpathogenen
Referenzstamm Listeria monocytogenes Serovar 1/2a (DSM 20600) in einer
Konzentration von 1,0 x 10 4 KbE/g (VV 1) und sowohl mit 1,0x10 4 KbE/g als auch mit
1,0 x 10 3 KbE/g (VV 2) über eine Suspension (20 ml) mittels einer Spritze mit einer
Kanüle beimpft (siehe Kapitel 3.3.1).
In den Hauptversuchen (HV) wurde dann ein Feldstamm für die Dotierung
eingesetzt, welcher in gleicher Weise zur Beimpfung vorbereitet wurde.
Für die Dotierung der Wurstgrundmasse wurde zunächst eine Stammkultur
angezüchtet. Zur Herstellung einer Stammkultur wurden ein Lyophilisat von Listeria
monocytogenes (DSM 20600, Deutsche Sammlung von Mikroorganismen und
Zellkulturen, Braunschweig) bzw. Koloniematerial des Feldstammes in ein
Microbank TM -Kryogefäß verbracht. Es wurde dann 1 ml BHI-Bouillon (Brain Heart
Infusion-Bouillon, Art. 1.10493 der Firma Merck, Darmstadt) mittels einer Pipette
zugegeben und das ganze dann vorsichtig unter Schwenken vermischt. Dabei
binden sich die Keime an die im Gefäß enthaltenen Kügelchen. Die Überstände

54 Eigene Untersuchungen
wurden abpipettiert und verworfen. Die so präparierten Listerien-Stämme wurden
daraufhin in dem Microbank TM -Kryogefäß bei -20 °C eingefroren und als Dauer-
kulturen vorrätig gehalten. Bei Bedarf wurde aus dieser Stammkultur ein Kügelchen
entnommen und in 10 ml BHI-Bouillon verbracht und für 24 ± 2 Stunden bei
37 ± 0,5 °C im Brutschrank inkubiert.
Um eine genaue Konzentration für die Beimpfung zu gewährleisten, wurde die
Absorption der Listeria monocytogenes enthaltenden BHI-Bouillon mittels eines
Photometers (Typ CE1021, Fa. Cecil instruments Ltd., Cambridge, England) bei
660 nm Wellenlänge gemessen und darüber die Konzentration der Bouillon
bestimmt.
Der in den Hauptversuchen eingesetzte Feldstamm war zuvor aus Schweinehackfleisch
isoliert worden, im Labor angezüchtet und durch spezifische Untersuchungen
als Listeria monocytogenes identifiziert worden. Danach konnte die
Suspension zur Beimpfung der Wurstmasse in den praktischen Versuchen eingesetzt
werden.
Katalase-Test
Für den Katalase-Test wurde eine fragliche Reinkultur punktförmig auf einen
Objektträger aufgetragen und mit einem Glasröhrchen 1 Tropfen eine 3%igen H2O2-
Lösung (Firma Merck, Darmstadt) dazu getropft. Katalasepositive Bakterien, wie
Listeria monocytogenes zeigen bei diesem Test Blasenbildung oder Schäumen.
Oxidase-Reaktion
Kulturen von Listeria monocytogenes sind Oxidase-negativ.
Für einen Oxidase-Nachweis wurde eine Kultur von Listeria monocytogenes für
24 ± 2 Stunden auf Palcam-Agar (Art. 1.1175510500 der Fa. Merck, Darmstadt) bei
37 ± 0,5 °C bebrütet. Von diesem festen Nährmedium wurde dann mittels einer
Platinöse Testmaterial auf einen Cytochrom-Oxidase-Teststreifen verrieben und
ausgewertet. Positive Bakterien zeigen einen Farbumschlag nach Blau.

Eigene Untersuchungen 55
Beweglichkeit
Ein weiteres Kriterium für Listeria monocytogenes ist die Beweglichkeit bei 20 °C.
Um diesen Nachweis zu führen, wurde ein Tropfen NaCl auf einen Objektträger
verbracht, eine Öse Probenmaterial eingerieben und mit einem Deckgläschen
abgedeckt und bei 400facher bzw. 1000facher Vergrößerung unter einem Mikroskop
(Typ Axiolab der Fa. Zeiss, Jena) durchgemustert.
api ® -Listeria
Zur Identifizierung von Listeria monocytogenes wurde weiterhin api ® -Listeria (Art.
10300 der Firma bioMérieux, Marcy l’Etoile, Frankreich) herangezogen. Dies ist ein
standardisiertes System, welches anhand verschiedener biochemischer Reaktionen
Listeria ssp. identifizieren kann.
Weiterhin wurde der isolierte Stamm in einem unabhängigen Labor, im Biozentrum
für Mikrobiologie in Würzburg durch PCR (Polymerase-Ketten-Reaktion) nochmals
untersucht und als Listeria monocytogenes bestätigt. Die dort verwendeten
Oligonukleotidprimer
monocytogenes zu.
Mono/ MonoB ließen eine Identifizierung als Listeria
3.1.3 Verpackung
Die mit Listeria monocytogenes beimpfte Wurstgrundmasse wurde in länglichen
Schläuchen (30 mm im Durchmesser) zu jeweils 125 g durch eine Füllmaschine (Typ
TWF-9, Fa. Dick, Deizisau) geformt und dann mittels einer Schalenversiegelungsanlage
(Fa. SEALPAC, Oldenburg) unter Schutzatmosphäre verpackt. Da es im
Handel noch keine MAP-Schalen (Modified Atmosphere Packaging) zu erwerben
gibt, die für die Verpackung von „Frischer Mettwurst“ ohne Darm vorgesehen sind,
und demnach auch noch kein Werkzeug für eine solche Schale für die Schalenversiegelungsmaschine
existiert, wurde die Verpackung für praxisübliche Anwendungen
nachgeahmt. In Anlehnung an die Bevorratung von Hackfleisch (250 g

56 Eigene Untersuchungen
Hackfleisch, MAP-Schale (187 x 137 x 50mm)) wurden je zwei 125g Würste
gemeinsam in einer solchen Schale unter Schutzatmosphäre verpackt, damit das
Produkt/Gasvolumen-Verhältnis angeglichen war. Die für die Verpackung verwen-
deten Schalen (MAP Schale 187 x 137 x 50 mm Polypropylen (PP) transparent)
wurden von der Firma Es-Plastik, Hutthurm bezogen. Als Verschlussfolie für diese
Schalen wurde eine Verbundfolie (VP 0636 Biaxer X 65 PP AFM, Fa. Wipak,
Walsrode) eingesetzt. Diese Verbundfolie bestand aus einer Polyethylenterephthalat
(PET) Trägerbahn, die mit einer Polyvinylidenchlorid (PVDC) Sauerstoffbarriere
beschichtet war und eine antifog-ausgerüstete Siegelschicht besaß. Die Normwerte
für die Gasdurchlässigkeit dieser Folie sind für die verschiedenen Gase der Tabelle 7
zu entnehmen.
Abb. 2: Beispiel der Verpackung der frischen Mettwürste in MAP-Schalen
(je 2 /Packung)

Eigene Untersuchungen 57
Tab. 7: Physikalische Kenndaten der Verbundfolie
Wasserdampfdurchlässigkeit
bei 23 °C/ 85 % relative Feuchte
Sauerstoffdurchlässigkeit
bei 23 °C/ 50 % relative Feuchte
Kohlendioxiddurchlässigkeit
bei 23 °C/ 50 % relative Feuchte
Stickstoffdurchlässigkeit
bei 23 °C/ 50 % relative Feuchte
3.1.4 Schutzgase
ca. 4 g/m 2 .d.bar
8 cm³/m 2 .d.bar
20 cm³/m 2 .d.bar
3 cm³/m 2 .d.bar
Für die Versuche wurden folgende für die Verpackung von Fleischerzeugnissen
zugelassene Gase (ZzulV, Anlage 3: allgemein zugelassene Zusatzstoffe) verwendet:
BIOGON ® N (Stickstoff), BIOGON ® C (Kohlendioxid), BIOGON ® O (Sauerstoff)
und Argon 5.0 der Firma Linde, Höllriegelskreuth. Die genauen Produktdaten sind in
Tabelle 8 dargestellt.

58 Eigene Untersuchungen
Tab. 8: Produktdaten der Schutzgase
BIOGON ® N BIOGON ® C BIOGON ® O Argon 5.0
Nummer* E 941 E 290 E 948 E 938
Reinheit N2≥99,999 % CO2≥99,5 % O2≥99,5 % Ar≥99,999
Neben-
bestand-
teile
O2 ≤ 3 ppm
H2O ≤ 5 ppm
CO ≤ 2 ppm
CnHm ≤ 0,2 ppm
NO/NO2 ≤ 2
ppm
Säure Test erfüllt
PH3, H2S Test erfüllt
CO≤ 10 ppm
Öl≤ 5 mg/kg
* E-Nummern für Lebensmittelzusatzstoffe
H2O ≤ 100
ppm
CnHm ≤ 100
ppm
O2 ≤ 2 ppm
N2 ≤ 5 ppm
H2O ≤ 3 ppm
CnHm ≤ 0,2
ppm
Sauerstoff (O2) und Argon (Ar) wurden in den Versuchen in Reinform als
Schutzatmosphäre verwendet, Kohlendioxid (CO2) und Stickstoff (N2) wurden als
Gemisch mit verschiedenen Konzentrationen der einzelnen Gase benutzt (s. Tabelle
11, Kapitel 3.3.2.1)
3.1.5 Lagerung
Die unterschiedlichen Rohwurstchargen (C1, C2, C3, C4, C5 und C6) wurden über
einen Zeitraum von 21 Tagen bei einer konstanten Temperatur von 7 ± 0,2 °C
gelagert. Als Lagerraum diente eine Klimakammer der Firma VIESSMANN Werke
GmbH und Co KG, Allendorf.

Eigene Untersuchungen 59
3.2 Methoden
3.2.1 Mikrobiologische Untersuchungen
Sowohl in den Vorversuchen als auch in den Hauptversuchen wurden die mesophile
aerobe Gesamtkeimzahl (GKZ) und die Anzahl an Listeria monocytogenes (L. m.)
mittels mikrobiologischer Untersuchungsverfahren gemäß der Amtlichen Sammlung
von Untersuchungsverfahren, § 64 Lebensmittel- und Futtermittelgesetzbuch (LFGB,
L 06.00-18 bzw. L 00.00-22) quantitativ bestimmt. Um zu gewährleisten, dass nicht
zusätzlich eine natürliche Kontamination mit Listeria monocytogenes vorlag, wurde
die Wurstmasse ebenfalls nach § 64 LFGB (L 00.00.32) qualitativ auf Listeria
monocytogenes untersucht.
3.2.1.1 Kulturelle Nachweismethode
Die quantitative und qualitative Untersuchung der einzelnen Proben auf Listeria
monocytogenes wurde gemäß der Amtlichen Sammlung von Untersuchungs-
verfahren nach § 64 LFGB (L 00.00-22, L 00.00-32) durchgeführt.
Das qualitative Verfahren wurde zur Bestätigung, dass im Ausgangsmaterial keine
Listerien vorhanden waren, herangezogen. Dieses Verfahren erforderte vier auf-
einander folgende Arbeitsstufen:
1.) Erste Anreicherung in einem selektiven flüssigen Anreicherungsmedium mit
verminderten Konzentrationen an selektiven Agentien (Halbfraser-Bouillon)
2.) Zweite Anreicherung in einem selektiven flüssigen Anreicherungsmedium mit
vollständigen Konzentrationen an selektiven Agentien (Fraser-Bouillon)
3.) Ausstreichen und Identifizieren
4.) Bestätigung

60 Eigene Untersuchungen
Um die erste Anreicherungssuspension herzustellen, wurden je 10 g des Unter-
suchungsmaterials zunächst in einen Stomacherbeutel eingewogen und im
Verhältnis 1:10 (Masse zu Volumen) mit 90 ml Listeria-Selektiv-Nährmedium (Fraser,
Art. 1.10398.0500, Fa. Merck, Darmstadt) mithilfe eines Auswalkgerätes (Stomacher
400, Fa. Seward, Thetford, UK) vermischt. Diese erste Anreicherungssuspension
wurde für 24 ± 2 Stunden bei 30 ± 0,5 °C im Brutschrank inkubiert (Primär-
anreicherung = PA). Von dieser Suspension wurden 0,1 ml nach 24 ± 2 Stunden in
10 ml der Fraser-Bouillon überimpft, und diese zweite Anreicherungssuspension
wurde bei 37 ± 0,5 °C für 48 ± 2 Stunden inkubiert (Sekundäranreicherung = SA).
Aus beiden Anreicherungssuspensionen wurde nach der erforderlichen Inku-
bationszeit mittels einer Impföse je ein Tropfen entnommen und auf einem festen
Listeria-Selektiv-Nährboden (PALCAM-Agar, Art. 1.111755.0500, Fa. Merck, Darmstadt)
im Doppelansatz ausgestrichen. Die beimpften Nährböden wurden bei 37 ±
0,5 °C für weitere 24 bis 48 Stunden inkubiert und nach der Bebrütung auf die
Anwesenheit von Kolonien, die vermutlich zum Genus Listeria gehören, untersucht.
Listeria ssp. typische Kolonien wuchsen auf PALCAM-Agar nach 24 Stunden
Bebrütung in sehr kleinen Kolonien (1,5 bis 2 mm Durchmesser) mit Schwärzungshöfen,
auch wiesen die Kolonien gelegentlich schwarze Zentren auf. Nach 48 ± 2
Stunden zeigten sich Listeria ssp. als grau-grünliche Kolonien mit eingesunkenen
Zentren und mit deutlichen Schwärzungshöfen.
Abweichend davon wurde in den Hauptversuchen ein Listeria monocytogenes
spezifischer Nährboden (OCLA- Agar, Art. CM1080, Fa. OXOID, Wesel), zur
Bestätigung jeder einzelnen Kolonie als Listeria monocytogenes verwendet. Dieser
Chromogen-Agar diente zur Isolierung, Keimzahlbestimmung und zur präsumtiven
Identifizierung von Listeria spp. und Listeria monocytogenes aus Lebensmitteln.
Durch die Spaltung eines X-Glucosid-Chromogens wachsen Listeria ssp. als blaue
Kolonien. Eine Hydrolyse von Lecithin durch Phospholipase-Aktivität von Listeria
monocytogenes wurde als opake Zone um die Kolonie erkennbar. Dies ermöglichte
eine direkte Unterscheidung von Listeria monocytogenes von anderen Listeria ssp.
anhand des Wachstums auf dem Selektiv-Agar.

Eigene Untersuchungen 61
Listeria ssp.
Abb. 3: OCLA-Agar, Art. CM1080, Fa. OXOID, Wesel
Listeria monocytogenes
3.2.1.2 Bestimmung der aeroben mesophilen Gesamtkeimzahl und quantitative
Bestimmung der Listerien-Anzahl
Zur quantitativen Bestimmung der mesophilen aeroben Gesamtkeimzahl (GKZ) und
der Listerien-Anzahl wurden 10 g der „Frischen Mettwurst“ in einen Stomacherbeutel
eingewogen und im Verhältnis 1:10 mit 90 ml Halb-Fraser-Bouillon-Grundmedium
(Art. 1.10398.0500 der Fa. Merck, Darmstadt) ohne Zusatz von selektiven
Agentien mit Hilfe des Stomachers vermischt. Dann wurde diese Ausgangs-
suspension für eine Stunde bei Zimmertemperatur (20°C) zur Wiederbelebung der
subletalen Zellen stehen gelassen. Nach Ablauf dieser Zeit wurde eine dezimale
Verdünnungsreihe (bis zur 6. Verdünnungsstufe) nach der Amtlichen Sammlung von
Untersuchungsverfahren nach § 64 LFGB, L 06.00-18, L 00.00.22) hergestellt, damit
die Gesamtkeimzahl und auch die Listerien-Anzahl ermittelt werden konnten. Dazu
wurde aus dem Stomacherbeutel (1.Verdünnungsstufe) mit einer Pipette 1 ml entnommen
und in ein Röhrchen mit 9 ml NaCl-Lösung gegeben (2. Verdünnungsstufe).
Aus diesem Röhrchen wurde wiederum nach Durchmischen 1 ml in ein weiteres
Röhrchen überführt (3. Verdünnungsstufe). Dieser Vorgang wurde bis zur
6. Verdünnungsstufe wiederholt. Die Verdünnungsstufen 3 bis 6 wurden zur

62 Eigene Untersuchungen
Bestimmung der Keimkonzentration der aeroben mesophilen Gesamtkeimzahl
mittels Plattengussverfahren gemäß der Amtlichen Sammlung von Untersuchungsverfahren
nach § 64 LFGB, L.06.00-18, verwendet. Jeweils 1 ml einer Verdünnungsstufe
wurde in eine Petrischale (92 mm x 16 mm) pipettiert und mit ca. 10 ml
flüssigem Standard-I-Agar (Art. 1.07881.0500, Fa. Merck, Darmstadt) vermischt
(Doppelansatz). Das erstarrte Nährmedium wurde bei 37 ± 0,5 °C in den Brutschrank
verbracht und für 18 bis 24 Stunden inkubiert. Nach der Inkubationszeit wurden die
gewachsenen koloniebildenden Einheiten ausgezählt und die Keimkonzentration
berechnet.
Um die Anzahl von Listeria monocytogenes in der Wurstgrundmasse zu bestimmen,
wurde in ähnlicher Weise verfahren. Der Nachweis von Listerien wurde mittels
Ausspatelverfahren auf Listeria-Selektiv-Agar (OCLA-Agar) durchgeführt. Auf die
OCLA-Agar-Platten wurden je 0,1ml jeder Verdünnungsstufe pipettiert, ausgespatelt
und dann für 48 ± 2 Stunden bei 37 ± 0,5 °C bebrütet. Die verdächtigen Kolonien
wurden gezählt und die Anzahl der Listerien sowie auch die aerobe mesophile
Gesamtkeimzahl (GKZ) rechnerisch nach unten aufgeführter Formel bestimmt.
Formel zur Berechnung der Gesamtkeimzahl:
a =
n
Σ a
x 1 n
1 +
2
x 0,
1
x d
a = gew. arithmetisches Mittel
∑a = Summe der Kolonie-bildenden Einheiten aller ausgezählten
n 1
Petrischalen
= Anzahl der Petrischalen der niedrigsten Verdünnungsstufe
n2 = Anzahl der Petrischalen der nächsthöheren Verdünnungsstufe
d = Faktor der niedrigsten Verdünnungsstufe

Eigene Untersuchungen 63
3.2.2 Physikalische Untersuchungen
3.2.2.1 pH- und aw-Wert-Messungen
Die Bestimmung des pH-Wertes und des aw-Wertes erfolgte nach den Vorgaben der
Amtlichen Sammlung von Untersuchungsverfahren nach § 64 LFGB, L06.00-2.
Der pH-Wert ist der negative dekadische Logarithmus der Wasserstoffionenkonzentration
und damit ein Maß für die Stärke der sauren bzw. basischen Wirkung
einer Lösung. Der pH-Wert konnte mit einem Messgerät (pH-Meter, Portamess®
651-2, Fa. Knick, Berlin) direkt elektrochemisch gemessen werden, da eine
Potentialdifferenz zwischen der Messelektrode der Probe und einer Bezugselektrode
einer bekannten Lösung entsteht. Vor jedem Messdurchlauf musste das pH-Meter
kalibriert werden, dazu wurden zwei Eichlösungen (pH 4 und pH 7) verwendet. Die
Glaselektrode (LoT 405-M6-KN 2/25, Fa. Mettler, Toledo, Steinbach) wurde zur
Messung in das Wurstgut eingestochen und der Wert abgelesen. Die Messung des
pH-Wertes erfolgte während der gesamten Untersuchungszeit (Tag 0, 4, 8, 12, 16
und 21) bei allen sechs Chargen (C1 bis C6).
Der aw-Wert ist ein Maß für die Wasseraktivität und wird beschrieben als der Quotient
aus dem Wasserdampfdruck des zu untersuchenden Lebensmittels und dem
Wasserdampfdruck von Wasser bei gleichen Temperaturbedingungen. Dieser
Parameter ermöglicht eine Aussage bezüglich der Verfügbarkeit des enthaltenen
Wassers des Untersuchungsgutes. Als Messgerät wurde ein aw-Kryometer (Typ
AWK-10, Fa. Nagy Messsysteme GmbH, Gäufelden) verwendet. Als Kühlmittel
diente Ethanol ≥ 99,8 % (Art. Nr. 5054.1, Fa. Carl Roth GmbH & Co, Karlsruhe). Eine
Kalibrierung des Gerätes wurde vor jeder Messreihe mithilfe einer 5%-igen
Kochsalzlösung (NaCl, Art.Nr. 9265, Fa. Carl Roth GmbH & Co, Karlsruhe)
durchgeführt. Die aw-Wert-Messung erfolgte ebenfalls während des gesamten
Untersuchungszeitraumes an den Tagen 0, 4, 8, 12, 16 und 21 an allen Chargen(C1
bis C6).

64 Eigene Untersuchungen
3.2.2.2 Farbmessung
Die Farbmessung wurde nach der Methode der Comission Internationale de l’Eclaire
(CIE 1976) durchgeführt (L*, a*, b* -Farbmessung). Dazu wurde ein Spektrophoto-
meter (Typ CM-2002, Fa. Minolta Camera Co., Ltd., Osaka/Japan) verwendet.
Die Farbmessung wird als absolute Zahlen in einem dreidimensionalen Farbraum
angegeben, dabei bezeichnet der L*-Wert die Farbhelligkeit, der a*-Wert den Rotwert
und der b*.Wert den Gelbwert der Messwerte. Die Farbemission der Probe wird
photometrisch durch das Messgerät bei standardisierter Beleuchtung gemessen
(Normlicht D65, Betrachtungswinkel 10°). Die Farbmessung erfolgte unter Glanz-
einschluss in den Wellenlängenbereichen 400 nm bis 700 nm mittels einer Xenon-
Blitzröhre an den Tagen 4, 8, 12, 16 und 21 bei den Chargen C1 bis C6.
3.2.2.3 Atmosphären
Die Messung der Zusammensetzung der Atmosphären in den einzelnen Verpackungen
erfolgte mit einem Gasanalysator zur Messung von O2 oder O2/CO2
(Check Mate 9900 der Firma PBI-Dansensor Deutschland GmbH, Neuwied) an allen
Untersuchungstagen im gesamten Untersuchungszeitraum.
3.2.3 Chemische Untersuchungen
Die chemischen Untersuchungen wurden zu Beginn und zum Ende des Untersuchungszeitraumes
an den Untersuchungstagen 0 und 21 durchgeführt.

Eigene Untersuchungen 65
3.2.3.1 Trockensubstanzbestimmung
Die chemische Bestimmung der Trockensubstanz (TS) zur Berechnung des
Wasserverlustes während der Reifung der Rohwurst wurde gemäß der Amtlichen
Sammlung von Untersuchungsverfahren nach § 64 LFGB, L 06.00-3, durchgeführt.
Sie diente als Bezugspunkt für die Darstellung der Ergebnisse.
Die Trockensubstanz wurde berechnet, nachdem das Gewicht der zu unter-
suchenden Wurstgutproben vor und nach der Trocknung erfasst worden war. Für die
Trocknung wurden die Proben nach Vermischen mit Seesand in einen
Trockenschrank Typ T 5050, Fa. Heraeus, Hanau, gegeben und bei 103 ± 2 °C bis
zur Massenkonstanz getrocknet. Der benötigte Seesand (Art. 8441,2, Fa. Roth,)
diente der Oberflächenvergrößerung der Probe.
3.2.3.2 Aschebestimmung
Die Bestimmung des Aschegehaltes erfolgte ebenfalls nach der Amtlichen Sammlung
von Untersuchungsverfahren nach § 64 LFGB, L 06.00-4. Hierfür wurden die
Proben in einem Muffelofen (Fa. Heraeus, Hanau) nach Zugabe von Magnesium-4acetat
(Art. P026.1, Fa. Roth, Karlsruhe) für vier Stunden bei 600 °C verascht. Der
Gehalt an Asche konnte anhand der folgenden Formel errechnet werden.
Formel zur Berechnung Aschegehaltes:
(Auswaage - Asche aus1
ml Mg - acetat) x 100
% Asche =
Einwaage

66 Eigene Untersuchungen
3.2.3.3 Gesamtfettbestimmung
Der Gesamtfettgehalt der Proben wurde gemäß der Amtlichen Sammlung von
Untersuchungsverfahren nach § 64 LFGB, L 06.00-6, durchgeführt. Dazu wurde die
Probe mit Salzsäure (32 %-ig, Art. P074.2, Fa. Roth, Karlsruhe) aufgeschlossen, das
Fett mit Petroleumbenzin (Art. 9320.2, Fa. Roth, Karlsruhe) extrahiert und das
Extrakt getrocknet und zurückgewogen. Die Trocknung erfolgte wiederum in einem
Trockenschrank (Typ T 5050, Fa. Heraeus, Hanau) für etwa zwei Stunden bei einer
Temperatur von 103 ± 2 °C.
3.2.3.4 Rohproteinbestimmung
Die Bestimmung des Rohproteins erfolgte nach der Amtlichen Sammlung von Untersuchungsverfahren
nach § 64 LFGB, L 06.00-7. Um den Gehalt an Rohprotein
bestimmen zu können, wurde die Probe mit Schwefelsäure (Art. 4623.2, Fa. Roth,
Karlruhe) aufgeschlossen und so der gesamte Stickstoff als Ammoniumsulfat
gebunden. Durch Zugabe von Natronlauge (50 %-ig, Art. 8655.2, Fa. Roth,
Karlsruhe) wurde dann aus diesem Ammoniumsulfat Ammoniak freigesetzt, welches
in Borsäure (Fa. Merck, Darmstadt) aufgefangen und mittels Titration bestimmt
werden konnte. Die Titration und Umrechnung der Messwerte fand im Vapodest-5
No.6550, Fa. Gerhardt, Bonn, statt.
3.2.3.5 Hydroxyprolin
Die Bestimmung des Hydroxyprolingehaltes richtete sich ebenfalls nach der
Amtlichen Sammlung von Untersuchungsverfahren in § 64 LFGB, L 06.00-8. Der
Anteil von Hydroxyprolin diente als Indikator für den Bindegewebsanteil im
Fleischgewebe. Dieser Anteil wurde, nachdem die Probe mittels Salzsäure
aufgeschlossen und das Fett abgetrennt wurde, unter Verwendung von Chloramin T

Eigene Untersuchungen 67
(Art. 1.02426.0250, Fa. Merck, Darmstadt) oxidiert. Dieses Oxidationsprodukt
reagierte mit 4-Dimethylaminobenzaldehyd (Art. 1.03058.0100, Fa. Merck, Darm-
stadt) zu einem roten Farbstoff, dessen Extinktion dann bei 558 nm photometrisch
gemessen wurde. Dieser Anteil war direkt proportional zum Anteil des enthaltenen
Hydroxyprolins und unter Verwendung des Umrechnungsfaktors 8 konnte der Anteil
an Bindegewebe direkt errechnet werden.
3.2.3.6 Nitrit- und Nitratgehalt
Die Bestimmung des Nitrit- und Nitratgehaltes erfolgte in Anlehnung an die Amtliche
Sammlung von Untersuchungsverfahren nach § 64 LFGB, L 08.00-14. Die Methode
beruht auf einem enzymatischen Verfahren, bei dem der bestimmte Gesamtgehalt an
Nitrit und der Nitratgehalt zum Untersuchungszeitpunkt bestimmt werden können.
Das in der wässrigen Phase des Untersuchungsgutes enthaltene Nitrat wurde durch
eine Nitratreductase in Nitrit umgewandelt. Dieses reagierte mit einem Reaktionsgemisch
aus Sulfanilamid (Art. 4716.1, Fa. Carl Roth, Karlsruhe) und N-(1-Naphtyl)ethylendiammoniumdichlorid
(Art. 4342.1 der Fa. Carl Roth, Karlsruhe) zu einer roten
Verbindung, deren Farbintensität photometrisch ermittelt wurde (Heλios, Fa. Unicam,
Cambridge). Daraus wurde dann der Gesamtgehalt an Nitrit- und Nitrat in der Probe
mit nachfolgender Formel errechnet.
Formel zur Berechnung des Gesamt-Nitrit/Nitratgehaltes:
ω NO /NO
2 3 =
y NO2/NO3
10(
y NO2/NO3
- a)
b x m
Extinktion der Probenlösung
a Achsenabschnitt
b Steigung
m Probeneinwaage in g

68 Eigene Untersuchungen
Das Ergebnis wird ohne Dezimalstellen in mg/kg angegeben.
3.2.3.7 Umrötung nach Möhler
Die Bestimmung der Umrötung nach der Methode von MÖHLER (1966) dient dem
objektiven Nachweis der Stickoxidverbindungen des Hämoglobins und des
Myoglobins im Fleisch, welche bei der Umrötung entstehen. Die Nachweismethode
beruht auf der Möglichkeit, die gebildeten Farbstoffe, nach Lösen in Aceton (Art.
5025.2, Fa. Carl Roth GmbH & Co, Karlsruhe), photometrisch zu messen. Es wird
der Grad der Umrötung (in %) vom Gesamtfarbstoff angegeben. Dazu musste
parallel ein Ansatz unter Zugabe von Salzsäure erfolgen, bei dem der Farbstoff
zerstört wird. Die Extinktionen des Aceton- und des Aceton-Salzsäure-Extraktes
wurden in Relation zueinander gesetzt und so die prozentuale Umrötung errechnet.
Für die Durchführung dieser Methode wurden zwei Homogenate, zum einen aus
10 ml destilliertem Wasser, 90 ml Aceton (99,5%ig) und zerkleinerter Wurstmasse,
zum anderen aus 7,5 ml destilliertem Wasser, 90,5 ml Aceton (99,5%ig), 2,5 ml
konzentrierter Salzsäure (32 %ig) und zerkleinerter Wurstmasse hergestellt. Um eine
Ausfällung des Fettes zu ermöglichen, wurden beide Homogenate für eine Stunde im
Kühlschrank (7 °C) gelagert, danach filtriert und die Extraktion photometrisch gegen
90%-iges Aceton als Blindwert gemessen. Die Messung erfolgte mittels des
Photometers Heλios (Fa. Unicam, Cambridge, United Kingdom). Als Wellenlänge für
die Messung der Extinktion wurde für das Aceton-Gemisch 540 nm gewählt, für das
Aceton-Salzsäure-Gemisch 640 nm. Die prozentuale Umrötung konnte dann anhand
der folgenden Formel errechnet werden.
Formel zur Berechnung der Umrötung:
Extinktion Aceton (540 nm) x 40
Umrötung in % =
Extinktion Aceton HCl (640 nm)

Eigene Untersuchungen 69
3.3 Versuchsaufbau
3.3.1 Vorversuche
3.3.1.1 Verteilung der Listerien in der Wurstgrundmasse
Im Rahmen der vorliegenden Arbeit war für die Beurteilung der mikrobiologischen
Werte (GKZ, L. m.) über die Lagerungszeit die möglichst homogene Verteilung von
Listeria monocytogenes in der Rohwurstgrundmasse Grundvoraussetzung. Deshalb
wurden in Vorversuchen zwei verschiedene Varianten (V I, V II) zur homogenen
Einmischung der Bakteriensuspension in die Wurstmasse getestet:
V I: Einmischung der Bakteriensuspension in die Wurstmasse unter Zuhilfenahme
eines elektrischen Rührgerätes (Knet- und Rührgerät, Modell FD 252/40 Nr. 1996
367, Fa. Stephan, Hameln)
Die zu beimpfende Wurstmasse wurde in die elektrische Rührmaschine verbracht
und dann mit 20 ml einer Bakteriensuspension von Listeria monocytogenes (DSM
20600) mit 1,0 x 10 4 KbE/g Wurstmasse über eine Kanüle beimpft. Hierfür wurde ein
Gefrierkügelchen der Dauerkultur in 10 ml BHI (Brain Heart Infusion-Bouillon, Art.
1.10493, Fa. Merck, Darmstadt) verbracht, für 24 ± 2 h bei 37 ± 0,5 °C bebrütet und
dann die Konzentration mittels Absorptionsmessung bestimmt (s. Kapitel 3.3.1.3).
Die Einmischung wurde eine halbe Stunde lang in je zehnminütigen Intervallen
durchgeführt. Um eine konstante Raumtemperatur zu gewährleisten, stand das
Rührgerät in einem Kühlraum mit einer Temperatur von 7 ± 0,5 °C.

70 Eigene Untersuchungen
V II: Einmischung der Bakteriensuspension in die Wurstmasse durch Untermengen
von Hand.
Auch bei dieser Variante wurde die Wurstmasse durch eine Kanüle mit der
Listeriensuspension von 1,0 x 10 4 KbE/g Wurstmasse dotiert, die Einmischung
erfolgte aber durch Untermengen von Hand. Die Dauer betrug hier ebenfalls eine
halbe Stunde, ebenfalls bei konstanter Raumtemperatur von 7 ± 0,5 °C. Die
Herstellung der Suspension und die Einstellung der Konzentration erfolgte wie in
Variante I (VI).
Nach einer Adaptationszeit der Bakterien von 30 Minuten bei einer Lagerung von
7 °C erfolgte jeweils die Probennahme von je 10 g an sechs verschiedenen Lokalisationen
der Wurstmasse, um eine Untersuchung auf gleichmäßige Verteilung der
Bakterien in der Wurstmasse zu gewährleisten. Die quantitative Untersuchung der
einzelnen Proben auf Listeria monocytogenes wurde gemäß der Amtlichen
Sammlung von Untersuchungsverfahren nach §64 LFGB (L 00.00-22) durchgeführt.
Um eine natürliche Kontamination ausschließen zu können, wurde das Wurstgut vor
der Dotierung qualitativ auf Listeria monocytogenes untersucht. Dies erfolgte gemäß
der Amtlichen Sammlung von Untersuchungsverfahren nach § 64 LFGB, L 00.00.32.
Im weiteren Verlauf wurden die Proben über einen Zeitraum von 21 Tagen bei einer
konstanten Temperatur von 7 °C in einer Klimakammer gelagert. Die Probennahme
erfolgte in viertägigen Abständen (Tag 4, 8, 12, 16 und 21). An diesen
Untersuchungstagen wurden die Proben quantitativ auf die aerobe mesophile
Gesamtkeimzahl (GKZ) und auf Listeria monocytogenes untersucht. Diese Untersuchungen
erfolgten gemäß der Amtlichen Sammlung von Untersuchungsverfahren
nach § 64 LFGB, L 06.00-18, L 00.00-22. Der Wachstumsverlauf der mesophilen
aeroben Gesamtkeimzahl und von Listeria monocytogenes wurde graphisch
aufgezeichnet.
In Tabelle 9 ist eine Übersicht über die Durchführung der verschiedenen Untersuchungen
an den unterschiedlichen Tagen aufgeführt.

Eigene Untersuchungen 71
Tab. 9: Mikrobiologische Untersuchungen an den verschiedenen Probetagen
Untersuchung auf GKZ
(§ 64 LFGB, L 06.00-18)
Untersuchung auf L.m.
(quantitativ)
(§ 64 LFGB, L 00.00-22)
Untersuchung auf L.m.
(qualitativ)
(§ 64 LFGB, L 00.00-32)
3.3.1.2 Verifizierung der Einmischvariante II (V II)
Tag 0 Tag 4 Tag 8 Tag 12 Tag 16 Tag 21
X X X X X
X X X X X X
X X X X X X
Variante II (V II) erreichte eine homogene Verteilung der Bakteriensuspension,
bestätigt durch sechs Proben an verschiedenen Lokalisationen des Wurstgutes
(s. Abb. 9 in Kapitel 4.1.2.2. im Ergebnisteil). Um das Ergebnis zu verifizieren, wurde
in einem weiteren Versuchsdurchlauf erneut Rohwurstgrundmasse nach Art der
„Frischen Mettwurst“ (Leitsätze für Fleisch und Fleischerzeugnisse, 2.212.3) herge-
stellt und in zwei Chargen je drei Kilogramm mit dem Referenzstamm von Listeria
monocytogenes, Serovar 1/2a, DSM 20600 in verschiedenen Konzentrationen
beimpft. Die eine Charge wurde erneut mit 10 4 KbE/g Wurstmasse, die zweite
Charge mit 10 3 KbE/g Wurstmasse in einer Bakteriensuspension dotiert. Um die
Verteilung von L. m. in der Grundmasse zu ermitteln, wurden je Charge nach dem
Untermengen der Suspension nach einem Zeitraum von wiederum 30 Minuten sechs
Proben je 10 g an sechs verschiedenen Lokalisationen gezogen und gemäß der
Amtlichen Sammlung von Untersuchungsverfahren, § 64 LFGB, L 00.00 -18 und
L 00.00-22, quantitativ auf die mesophile aerobe Gesamtkeimzahl (GKZ) und Listeria
monocytogenes untersucht. Auch diese Proben wurden in der Verpackung unter
Schutzatmosphäre für die Ermittlung des Wachstumsverlaufes für 21 Tage bei
konstanter Temperatur von 7 ± 2°C in einer Klimakammer gelagert und in viertägigen
Intervallen quantitativ auf GKZ und Listeria monocytogenes untersucht (entspre-

72 Eigene Untersuchungen
chend Tab. 9 in Kapitel 3.3.1.1.). Vor Dotierung der Wurstmasse wurde wiederum
eine natürliche Kontamination mit Listeria monocytogenes mittels qualitativer
Bestimmung nach § 64 LFGB (L 00.00.32) ausgeschlossen.
3.3.1.3 Dichtebestimmung mittels Absorptionsmessung
Um die Bakteriendichte in einer Listerien-Suspension zu bestimmen, wurde in drei
Versuchsdurchläufen jeweils ein Kügelchen des tiefgefrorenen Listerien-Feld-
stammes in 10 ml einer BHI-Bouillon (Brain Heart Infusion-Bouillon, Art. 1.10493, Fa.
Merck, Darmstadt) verbracht, über 24 ± 2 Stunden bei 37 ± 0,5 °C bebrütet und dann
in folgende Stufen verdünnt:
10:0 9:1 8:2 7:3 6:4 5:5 4:6 3:7 2:8 1:9 0:10, wobei die erste Zahl sich auf den
Anteil der Bakterien-Suspension bezieht.
Es wurde die Gesamtkeimzahl (§ 64 LFGB, L 06.00-18) von der 10:0 Ver-
dünnungsstufe experimentell bestimmt, die anderen Werte daraus rechnerisch
ermittelt. Dazu wurde jeweils 1 ml einer Verdünnungsstufe in eine Petrischale
(92 mm x 16 mm) pipettiert und mit ca. 10 ml flüssigem Standard-I-Agar
(Art. 1.07881.0500, Fa. Merck, Darmstadt) vermischt (Doppelansatz). Das erstarrte
Nährmedium wurde bei 37 ± 0,5 °C in den Brutschrank verbracht und für 18 bis 24 ±
2 Stunden inkubiert. Nach der Inkubationszeit wurden die gewachsenen KbE ausgezählt
und die Keimkonzentration berechnet (Formel für die Berechnung s. Kapitel
3.2.1.2 – Bestimmung der mesophilen aeroben Gesamtkeimzahl).
Parallel dazu wurde aus jeder Verdünnungsstufe der Ursprungsverdünnung etwa
1 ml in eine Küvette zur Bestimmung der Absorption bei einer bestimmten Wellenlänge
(660 nm) verbracht. Bei der Absorptionsmessung diente die 0:10 Verdünnung
als Nullwert. Die bestimmte Gesamtkeimzahl (GKZ) und die Absorption wurden
anschließend in Relation zueinander gesetzt und graphisch ausgewertet.

Eigene Untersuchungen 73
3.3.2 Hauptversuche
Für die Hauptversuche wurde die „Frische Mettwurst“ in gleicher Weise hergestellt
wie in den Vorversuchen und in Anlehnung an Variante II (V II) beimpft. Dazu wurden
fünf Kilo Wurstmasse je Charge mit dem Listeria monocytogenes–Feldstamm über
eine Suspension (20 ml) mit 10 3 KbE/g durch eine Kanüle beimpft, von Hand einge-
mischt und dann unter Schutzatmosphäre verpackt.
Nach einer Adaptationszeit von 30 Minuten für die Bakterien, wurden je Charge drei
Proben zu je 10 g an verschiedenen Lokalisationen der jeweiligen Wurstmasse
genommen und die Anzahl der Listerien im Labor quantitativ gemäß der Amtlichen
Sammlung von Untersuchungsverfahren nach § 64 LFGB, L 00.00-22, bestimmt, um
die homogene Verteilung nach Einmischen der Bakteriensuspension zu bestätigen.
Die Wurstmasse wurde dann mittels einer Füllmaschine (Typ TWF-9 der Firma Dick,
Deizisau) zu Würsten geformt und jeweils zwei Würste à 125g wurden gemeinsam in
einer MAP-Schale (187 x 137 x 50 mm) mit der Schalenversiegelungsanlage (Typ
„Sealpac MINI V/G“, Fa. SEALPAC, Oldenburg) verpackt. Es wurden insgesamt
sechs Chargen hergestellt, für die Chargen C1, C2, C3 und C4 wurden unterschiedliche
Konzentrationen der Gase Kohlendioxid (CO2) und Stickstoff (N2) als
Schutzatmosphäre verwendet, Charge C5 wurde mit 100 Vol. % Argon (Ar) und
Charge C6 mit 100 Vol. % Sauerstoff (O2) als Schutzgas verpackt.
Die so hergestellte Ware wurde bei einer konstanten Umgebungstemperatur von
7 °C in einer Klimakammer (Fa. VIESSMANN, Allendorf) gelagert und über einen
Zeitraum von 21 Tagen an den Versuchtagen 4, 8, 12, 16 und 21 auf verschiedene
Parameter untersucht. Als schematische Übersicht der Untersuchungen während der
Hauptversuche an den verschiedenen Untersuchungstagen dient Tabelle 10.

74 Eigene Untersuchungen
Tab. 10: Untersuchungen an den verschiedenen Probetagen
Tag 0 Tag 4 Tag 8 Tag 12 Tag 16 Tag 21
GKZ x x x x x
L. m.
quantitativ
L. m.
qualitativ
x x x x x x
x
pH-Wert x x x x x x
aw-Wert x x x x x x
TS x x
Asche x x
Gesamtfett x x
Eiweiß x x
Hydroxyprolin x x
NO2/NO3 x x x x x
Umrötung x x x x
3.3.2.1 Einteilung der Chargen
Für die Hauptversuche wurde die Wurstgrundmasse auf die gleiche Weise
hergestellt wie auch für die Vorversuche, in den Hauptversuchen handelte es sich
um Chargen von je fünf Kilogramm (s. Kapitel 3.1.1). Die Dotierung der Rohwurstmasse
erfolgte in Anlehnung an die homogene Verteilung in den Vorversuchen.
Dazu wurde die Bakteriensuspension (20 ml) mit dem Feldstamm (Isolat 6) von
Listeria monocytogenes (10 3 KbE/g Wurstmasse) mittels einer Kanüle in das
Wurstgut verbracht und von Hand untergemengt (V II). Nach einer halben Stunde
Adaptationszeit wurden vier Chargen mit unterschiedlichen Konzentrationen der
Gase Kohlendioxid (CO2) und Stickstoff (N2) verpackt, für zwei weitere Chargen
wurden 100 Vol. % Sauerstoff (O2) und 100 Vol. % Argon (Ar) als Schutzgase
verwendet. Tab. 11 beschreibt die Einteilung der verschiedenen Chargen.

Eigene Untersuchungen 75
Tab. 11: Einteilung der Chargen
Charge 1 Charge 2 Charge 3 Charge 4 Charge 5 Charge 6
100 Vol. % N2 70 Vol. % N2 40 Vol. % N2 0 Vol. % N2 100 Vol. % O2 100 Vol. % Ar
0 Vol. % CO2 30 Vol. % CO2 60 Vol. % CO2 100 Vol. % CO2
Des Weiteren wurden zu jeder Charge je zwei Würste unbeimpft hergestellt, um die
chemischen Untersuchungen machen zu können. In Abbildung 4 ist der Versuchs-
aufbau schematisch dargestellt.

76 Eigene Untersuchungen
Charge I
C1
0Vol. %
CO2/100Vol. %
N2
Charge II
C2
30Vol. %
CO2/70Vol. %N2
Herstellung
„Frische Mettwurst“
Dotierung
nach V II
Listeria monocytogenes
10 3 KbE/g
Verpackung
unter
verschiedenen Schutzgasen
Charge III
C3
60Vol. %
CO2/40Vol. %N2
Charge IV
C4
100Vol. %
CO2/0Vol. %N2
Lagerung bei 7 °C
21 Tage
Probennahme an Tag
4, 8, 12, 16 und 21
Charge V
C5
100Vol. %O2
Abb. 4: Fliesschema des Versuchsaufbaus in den Hauptversuchen
Charge VI
C6
100Vol. %Ar

Eigene Untersuchungen 77
3.3.3 Statistische Auswertung
Die statistischen Berechnungen der Ergebnisse erfolgten mit Hilfe des SAS
(Statistical-Analysis-System) Programms für Windows, Version 8 (SAS Institute INC.,
Cary NC, USA), im Institut für Biometrie und Epidemiologie und Informations-
verarbeitung der Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover.
Für die statistische Auswertung wurden die Daten auf Normalverteilung überprüft
(PROC CHART, PROC HBAR). Daraufhin wurde eine einfaktorielle Varianzanalyse
durchgeführt (PROC GLM) und dabei über die Stufen des jeweiligen Faktors
summiert. Die in dieser Arbeit berücksichtigten Faktoren waren die sechs verschie-
denen Chargen (C1 (0 Vol. % CO2/100Vol. % N2), C2 (30 Vol. % CO2/70 Vol. % N2),
C3 (60 Vol. % CO2/40 Vol. % N2), C4 (100 Vol. % CO2/0 Vol. % N2), C5 (100 Vol. %
O2), C6 (100 Vol. % Ar) und die Untersuchungstage (Tag 4, 8, 12, 16 und 21), sowie
deren Interaktionen. Zur Bestimmung eventueller Signifikanzen innerhalb jedes
Faktors wurden verschiedene T-Tests zur Berechnung verwendet (LSMEANS/-
TUKEY LINES). Es wurde ein vergleichsbezogenes Signifikanzniveau gewählt, und
dabei wurden Differenzen mit p ≤ 0,05 als signifikant angesehen. Die Darstellung der
Ergebnisse erfolgte jeweils als Mittelwert (MW) der Einzelwerte mit den zugehörigen
Standardabweichungen (S).

78 Ergebnisse
4. Ergebnisse
4.1 Mikrobiologische Untersuchungen
4.1.1 Vorversuche
Die Vorversuche, in denen die am besten praktizierbare Möglichkeit der Einmischung
einer Listerien-Suspension (20 ml) in die Rohwurstgrundmasse erprobt wurde,
erlaubten die Wahl einer Methode mit einem konstanten Verteilungsmuster der
Bakterien als Methode für die Dotierung der Wurstgrundmasse in den Haupt-
versuchen.
4.1.1.1 Verteilung der Listerien in der Wurstgrundmasse
Die Abbildung 5 zeigt das Verteilungsmuster von Listeria monocytogenes (Serovar
1/2a, DSM 20600) nach Einmischen mit zwei unterschiedlichen Methoden (V I und
V II, s. Kapitel 3.3.1.1) in die Wurstgrundmasse nach einer Adaptationszeit von einer
halben Stunde. Die Verteilung von Listeria monocytogenes (Serovar 1/2a, DSM
20600) ist für die verschiedenen Varianten (V I, V II) logarithmisch dargestellt. Auf
der x-Achse ist die Anzahl der Proben aufgetragen, auf der y-Achse die Anzahl der
KbE von Listeria monocytogenes (Serovar 1/2a, DSM 20600) (lg KbE/g) dargestellt.
Durch die einzelnen Punkte wurde zur Verdeutlichung eine Regressionsgrade
(Reg.grd) gezogen, diese ist als Linie für beide Methoden (V I, V II) in der Grafik
dargestellt.

Ergebnisse 79
lg KbE/g
4,0
3,5
3,0
2,5
2,0
V I V II Reg.grd (V I) Reg.grd (V II)
0 1 2 3 4 5 6 7
Proben
Abb. 5: Anzahl der nachgewiesenen Listerien (Serovar 1/2a, DSM 20600) (lg KbE/g)
in sechs Proben, gezogen an verschiedenen Lokalisationen der Wurstgrundmasse
der beiden Einmischvarianten (V I, V II) nach Dotierung mit 1,0 x 10 4 KbE/g Wurst-
masse und einer Adaptationszeit für die Bakterien (30 min.), Rgr.grd I und II =
Regressionsgerade der Einzelwerte der jeweiligen Variante
Aus Abbildung 5 lässt sich ableiten, dass mittels der Einmischvariante II (V II) ein
homogeneres Verteilungsmuster von Listeria monocytogenes in der Wurstgrund-
masse (3000g) nach Dotierung mit einer Konzentration von 1,0 x 10 4 KbE/g (Listeria
monocytogenes, DSM 20600, Serovar 1/2a) zu erreichen war. In Variante I (V I)
waren bei den sechs untersuchten Proben im geometrischen Mittel lg 3,4 KbE/g
Wurstgrundmasse nachweisbar, hier lag die Standardabweichung bei ± lg 0,56. Im
Gegensatz dazu stehen die Ergebnisse der Variante II (V II). Im geometrischen Mittel
lagen hier die Werte bei lg 2,8 KbE/g Wurstgrundmasse und die Standardab-
weichung lag bei ± lg 0,20.

80 Ergebnisse
4.1.1.2 Verifizierung der Einmischvariante II (V II)
Um zu bestätigen, dass die Einmischung von Hand zur homogenen Verteilung der
Bakterien genutzt werden kann, wurde der Versuchsaufbau der Variante II (V II)
erneut durchgeführt und die Wurstgrundmasse sowohl mit 1,0 x 10 4 KbE/g
Wurstmasse als auch mit 1,0 x 10 3 KbE/g Wurstgut beimpft. Das Verteilungsmuster
von Listeria monocytogenes (Serovar 1/2a, DSM 20600) ist in Abbildung 6
dargestellt. Auf der x-Achse ist die Anzahl der Proben dargestellt, es wurden erneut
je sechs Proben an sechs verschiedenen Lokalisationen der Wurstgrundmasse nach
einer Adaptationszeit der Bakterien von 30 Minuten gezogen. Auf der y-Achse sind
logarithmisch die KbE von Listeria monocytogenes (Serovar 1/2a, DSM 20600) je
Gramm Wurstmasse (in lg KbE/g) aufgetragen. Für die einzelnen Punkte wurde eine
Regressionsgrade (Reg.grd) errechnet und graphisch als Linie dargestellt.

Ergebnisse 81
lg KbE/g
4,0
3,5
3,0
2,5
2,0
lg3 lg4 Reg.grd (lg3) Reg.grd (lg4)
0 1 2 3 4 5 6 7
Proben
Abb. 6: Verteilungsmuster von Listeria monocytogenes (Serovar 1/2a, DSM 20600)
in der Rohwurstgrundmasse (sechs verschiedene Lokalisationen) nach Beimpfung
mit 1,0 x 10 3 bzw. 1,0 x 10 4 KbE/g mittels Methode II (V II) nach Adaptationszeit für
die Bakterien (30 min.), Rgr.grd lg3 und lg4 = Regressionsgerade der Einzelwerte
der Variante II (V II) bei unterschiedlichen Konzentrationen
Aus Abbildung 6 wird ersichtlich, dass die Variante II (V II) ein homogenes Ver-
teilungsmuster erzielte. Nach Beimpfung der Rohwurstgrundmasse mit L.m. mit 1,0 x
10 3 KbE/g Wurstgut liegen die Keimzahlen im geometrischen Mittel bei lg 2,61 KbE/g
Rohwurstgrundmasse mit einer Standardabweichung von ± lg 0,08. Nach Dotierung
der Wurstgrundmasse mit 1,0 x 10 4 KbE/g Wurstmasse steigen entsprechend die
Werte bei den sechs Proben im Mittel auf lg 3,68 KbE/g Wurstgrundmasse, die
Standardabweichung liegt hier bei ± lg 0,09. Aufgrund dieser Ergebnisse wird dieser
Versuchsaufbau (V II) für die weiteren Hauptversuche als Methode der Wahl für die
Einmischung der Bakteriensuspension gewählt.

82 Ergebnisse
4.1.1.3 Dichtebestimmung mittels Absorptionsmessung
Durch drei Versuchsreihen wurde das Verhältnis zwischen der Listerien-Konzen-
tration (lg KbE/ml) und der Absorption bei 660 nm ermittelt. In Abbildung 7 ist die
errechnete Regressionsgrade graphisch dargestellt. Auf der x-Achse ist die
Gesamtkeimzahl (GKZ x 10 9 /ml) angegeben und auf der y-Achse ist der
Absorptionsfaktor bei 660 nm aufgezeigt. Die einzelnen Punkte in der Grafik geben
jeweils die Einzelwerte aus den drei Versuchsreihen wieder. Die so erstellte
Trendlinie diente als Berechnungsgrundlage für die Erstellung der Dotierungs-
lösungen für die weiteren Versuche. Die Werte können den Tabellen 15, 16 und 17
im Anhang (Kapitel 10.1.2.) entnommen werden.
Absorption
0,40
0,35
0,30
0,25
0,20
0,15
0,10
0,05
0,00
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17
GKZ x 10 9 pro ml
Abb. 7: Abhängigkeit der Listerien-Konzentration (KbE/ml) und der Absorption bei
660 nm, = Trendlinie durch die Einzelwerte der drei Versuchsreihen

Ergebnisse 83
4.1.2 Hauptversuche
4.1.2.1 Feldstamm von Listeria monocytogenes
Die Abbildung 8 zeigt das Ergebnis der Polymerasekettenreaktion (PCR); diese
wurde im Biozentrum für Mikrobiologie in Würzburg durchgeführt. Von sechs Isolaten
eines Feldstammes, die zuvor aus Schweinehackfleisch isoliert worden waren,
wurden drei Isolate (Isolate 3, 5 und 6) als Listeria monocytogenes bestätigt. Isolat 6
(Spur 7) wurde dann in den weiteren Versuchen als Impfstamm für die Dotierungslösungen
verwendet.
750 bp
500 bp
250 bp
1 2 3 4 5 6 7 8 9
Spur 1: DNA Längenstandard
2: Isolat 1
3: Isolat 2
4: Isolat 3
5: Isolat 4
6: Isolat 5
7: Isolat 6
8: Referenzstamm L. monocytogenes
EGDe
9: Negativkontrolle ohne DNA
Abb.8: Polymerasekettenreaktion (PCR) mit Oligonukleotidprimern Mono/MonoB und
gelelektrophoretischer
Agarosegel
Längenbestimmung der Produkte in einem 1%-igen

84 Ergebnisse
4.1.2.2 Wiederfindungsrate nach Einmischung
In der folgenden Abbildung 9 ist die Wiederfindungsrate von Listeria monocytogenes
(Feldstamm, Isolat 6) nach Einmischung der Bakteriensuspension zu erkennen. Für
die einzelnen Chargen wurden je fünf Kilogramm der Wurstgrundmasse hergestellt
(s. Kapitel 3.1.1), diese dann mit jeweils 1,0 x 10 3 KbE Listeria monocytogenes
(Feldstamm, Isolat 6) pro Gramm Rohwurstgrundmasse dotiert und mittels
Einmischmethode II (V II) in die Wurstgrundmasse eingemengt (s. Kapitel 3.3.1.1).
Nach einer Adaptationszeit für die Bakterien von 30 Minuten sind jeweils drei Proben
aus drei verschiedenen Lokalisationen der Wurstgrundmasse gezogen worden und
die Verteilung von Listeria monocytogenes (KbE/g) wurde errechnet. Die Balken
geben die logarithmierten Mittelwerte (MW) der drei gezogenen Proben der
jeweiligen Charge wieder, die Standardabweichung ist jeweils durch eine Linie
oberhalb des Balkens angegeben. Auf der x-Achse sind alle sechs Chargen im
Vergleich graphisch dargestellt: C1 (0 Vol. % CO2/100 Vol. % N2), C2 (30 Vol. %
CO2/70 Vol. % N2), C3 (60 Vol. % CO2/40 Vol. % N2), C4 (100 Vol. % CO2/0 Vol. %
N2), C5 (100 Vol. % O2) und C6 (100 Vol. % Ar). Auf der y-Achse sind die koloniebildenden
Einheiten (KbE) von Listeria monocytogenes logarithmisch aufgetragen (lg
KbE/g). Die Einzelwerte der für diese Grafik verwendeten Mittelwerte sind der
Tabelle 18 im Anhang (Kapitel 10.1.3.) zu entnehmen.

Ergebnisse 85
lg KbE/g
3,5
3,0
2,5
2,0
1,5
1,0
0,5
0,0
C1 C2 C3 C4 C5 C6
C1 C2 C3 C4 C5 C6
Chargen
Abb. 9: Wiederfindungsrate von Listeria monocytogenes (Feldstamm, Isolat 6) nach
Beimpfung mit 1,0 X 10 3 KbE/g Wurstgrundmasse in den Chargen C1 bis C6 nach
Adaptationszeit für die Bakterien von 30 Minuten
Aus der Abbildung 9 wird ersichtlich, dass durch das Untermengen der Listerien-
Suspension (Feldstamm, Isolat 6) nach Variante II (V II) eine gleichmäßige
Verteilung der Bakterien innerhalb der Rohwurstgrundmasse in allen sechs Chargen
vorliegt. In Charge C1 (0 Vol. % CO2/100 Vol. % N2) sind im Mittel lg 2,26 KbE/g
Listeria monocytogenes in der Wurstmasse nachweisbar, die Standardabweichung
liegt hier bei ± lg 0,12, in Charge C2 (30 Vol. % CO2/70 Vol. % N2) liegen die Keim-
zahlen bei lg 2,26 KbE/g mit einer Standardabweichung von ± lg 0,11. Charge C3 (60
Vol. % CO2/40 Vol. % N2) zeigt im Mittel eine Konzentration von Listeria monocy-
togenes von lg 2,17 KbE/g, die Standardabweichung liegt hier bei ± lg 0,02, in
Charge C4 (100 Vol. % CO2/0 Vol. % N2) sind lg 2,07 KbE/g mit einer Standard-
abweichung von ± lg 0,01 nachweisbar. Lediglich in den Chargen C5 (100 Vol. % O2)
und C6 (100Vol. % Ar) liegen die nachweisbaren Keimzahlen etwas höher. In Charge

86 Ergebnisse
C5 sind lg 3,01 KbE/g Wurstmasse nachweisbar, die Standardabweichung liegt bei
± lg 0,02 und in Charge C6 liegt die Wiederfindungsrate bei lg 2,96 KbE/g
Rohwurstgrundmasse mit einer Standardabweichung von ± lg 0,06. Die Beimpfung
dieser beiden Chargen wurde ebenfalls unter gleichen Herstellungsbedingungen wie
bei den anderen Chargen mit einer Konzentration von Listeria monocytogenes
(Feldstamm, Isolat 6) mit 1,0 x 10 3 KbE/g Wurstgrundmasse durchgeführt, aber zu
einem anderen Zeitpunkt.
4.1.2.3 Aerobe mesophile Gesamtkeimzahl über 21 Tage Lagerungszeit
Die Abbildung 10 zeigt die aeroben mesophilen Gesamtkeimzahlen (GKZ) aller
Chargen (C1 bis C6) über einen Zeitraum von 21 Tagen. In dieser Grafik sind die
Wachstumsverläufe für jeden Untersuchungstag als Balkendiagramm dargestellt. Auf
der x-Achse ist die Zeit in Untersuchungstagen aufgeführt, jede Charge (C1 - C6)
wird durch einen Balken dargestellt. Auf der y-Achse ist der Mittelwert der Anzahl der
mesophilen aeroben Keime logarithmisch angegeben (lg KbE/g). Die ermittelten
Einzelwerte sind in Tabelle 19 im Anhang (Kapitel 10.1.4.) aufgeführt. Die Standardabweichungen
sind jeweils als Linien oberhalb der einzelnen Balken verzeichnet.
Unterschiedliche Buchstaben oberhalb der Balken zeigen statistisch signifikante
Unterschiede der Chargen zueinander (p ≤ 0,05) an den jeweiligen Untersuchungs-
tagen.

Ergebnisse 87
lg KbE/g
9,0
8,0
7,0
6,0
5,0
4,0
3,0
2,0
1,0
0,0
b
a c
a
b
d d
c
a a a a
b
C1 C2 C3 C4 C5 C6
a a bc c bc
4 8 12 16 21
Untersuchungstag
b
d a
c
a
b b ab
a
a ac ac
c
Abb. 10: Verlauf der aeroben mesophilen Gesamtkeimzahl (lg KbE/g; MW, ± S) in
den Chargen C1 bis C6 (je n=6) über einen Untersuchungszeitraum von 21 Tagen,
unterschiedliche Buchstaben oberhalb der Balken = signifikante Unterschiede der
Chargen zueinander (p ≤ 0,05) an den jeweiligen Untersuchungstagen
Aus dieser Grafik wird ersichtlich, dass die mesophile aerobe Gesamtkeimzahl (GKZ)
in allen Chargen bis zum Tag 16 statistisch signifikant (p ≤ 0,05) ansteigt. Charge C3
(60 Vol. % CO2/40 Vol. % N2) und Charge C4 (100 Vol. % CO2/0 Vol. % N2) zeigen
einen statistisch signifikanten Unterschied (p ≤ 0,05) zwischen den einzelnen
Untersuchungstagen im Wachstumsverslauf bis zum Tag 21. Weiterhin wird deutlich,
dass Charge C5 (100 Vol. % O2) sich im Wachstumsverlauf der aeroben mesophilen
Gesamtkeimzahl (GKZ) an den jeweiligen Untersuchungstagen statistisch signifikant
(p ≤ 0,05) von den übrigen Chargen unterscheidet. Charge C5 zeigt an allen Tagen
einen statistisch signifikant höheren Keimgehalt als die Chargen C1 bis C6. Lediglich

88 Ergebnisse
am Untersuchungstag 4 ist zwischen Charge C5 und Charge C6 (100 Vol. % Ar) kein
signifikanter Unterschied zu erkennen.
In Charge C5 (100 Vol. % O2) steigt die aerobe mesophile Gesamtkeimzahl von
anfangs im Mittel lg 5,58 KbE/ g Wurstmasse auf lg 7,6 KbE/ g an Untersuchungstag
21. Im Gegensatz dazu stehen die Ergebnisse der übrigen Chargen. Die Chargen C1
(0 Vol. % CO2/100 Vol. % N2), C2 (30 Vol. % CO2/70 Vol. % N2), C3 (60 Vol. %
CO2/40 Vol. % N2), C4 (100 Vol. % CO2/0 Vol. % N2) und C6 (100 Vol. % Ar) zeigen
im Wachstumsverlauf einen Anstieg der Keimzahlen auf Konzentrationen, die knapp
unterhalb von lg 7,0 KbE/ g liegen. In den Chargen C1 bis C4 ist zwischen den
unterschiedlichen CO2-Konzentrationen (von 0 Vol. % bis 100 Vol. %) an den jewei-
ligen Untersuchungstagen kein Unterschied im Wachstumsverhalten der aeroben
mesophilen Gesamtkeimzahl zu erkennen.
4.1.2.4 Quantitativer Nachweis von Listeria monocytogenes über 21 Tage Lage-
rungszeit
Abbildung 11 zeigt die Keimzahlen von Listeria monocytogenes (Feldstamm, Isolat 6)
als Mittelwerte der erhobenen Einzelwerte (s. Tab. 20, Kapitel 10.1.5. im Anhang) in
kurzgereifter Rohwurst über einen Zeitraum von 21 Tagen mit Probenahme an den
Tagen 0, 4, 8, 12, 16 und 21 in den Chargen C1 bis C6. Auf der x-Achse sind die
Untersuchungstage aufgezeigt, auf der y-Achse ist die Anzahl von Listeria
monocytogenes (Feldstamm, Isolat 6) logarithmisch dargestellt (lg KbE/g). Für Tag 0
konnte keine statistische Auswertung durchgeführt werden.

Ergebnisse 89
lg kbE/g
3,5
3,0
2,5
2,0
1,5
1,0
C1 C2 C3 C4 C5 C6
0 4 8 12 16 21
Untersuchungstag
Abb. 11: Verlauf der nachweisbaren Keimzahlen (MW) von Listeria monocytogenes
in kurzgereifter Rohwurst (C1 bis C6, je n=6) über einen Zeitraum von 21 Tagen,
ausgefüllte bzw. grau unterlegte Symbole = signifikante Tagesunterschiede innerhalb
der Chargen (p ≤ 0,05)
Aus diesem Diagramm lässt sich erkennen, dass die Keimzahlen von Listeria
monocytogenes (Feldstamm, Isolat 6) in den Chargen C1 (0 Vol. % CO2/100 N2),
C2 (30 Vol. % CO2/70 Vol. % N2), C4 (100 Vol. % CO2/0 Vol. % N2) und in Charge
C6 (100 Vol. % Ar) keine statistisch signifikanten Änderungen (p ≤ 0,05) über den
gesamten Untersuchungszeitraum von 21 Tagen aufweisen. Innerhalb der einzelnen
Chargen lassen sich statistisch signifikante Unterschiede (p ≤ 0,05) zwischen einzel-
nen Untersuchungstagen erkennen, die aber über den Verlauf insgesamt keine
Aussage treffen lassen, sondern lediglich deskriptiv ausgewertet werden können.
Lediglich in Charge C3 (60 Vol. % CO2/40 Vol. % N2) und Charge C5 (100 Vol. % O2)
sind statistisch signifikante Änderungen in der Anzahl von Listeria monocytogenes

90 Ergebnisse
(Feldstamm, Isolat 6) zu erkennen. In Charge C3 kann ein statistisch signifikanter
Abfall in den Keimzahlen von im Mittel lg 2,26 KbE/g zu Anfang auf Werte von lg 1,77
KbE/g Wurstmasse festgestellt werden. Charge C5 zeigt einen deutlichen Rückgang
der Anzahl der Keime von Listeria monocytogenes (Feldstamm, Isolat 6, in lg KbE/g).
Die Keimzahlen sinken in Charge C5 von anfangs lg 3,01 KbE/g im Mittelwert (MW)
auf lg 2,18 KbE/g an Untersuchungstag 16; an Untersuchungstag 21 ist dann ein
erneuter leichter Anstieg der Keimzahlen auf Werte von lg 2,31 KbE/g Wurstmasse
zu erkennen.
Abbildung 12 zeigt ebenfalls die Anzahl der Keime von Listeria monocytogenes
(Feldstamm, Isolat 6) über einen Zeitraum von 21 Tagen mit Probennahme an den
Tagen 0, 4, 8, 12, 16 und 21 in den Chargen C1 bis C6. In dieser Grafik sind die
Wachstumsverläufe für jeden Untersuchungstag als Balkendiagramm dargestellt, um
die Unterschiede der Chargen zueinander zu verdeutlichen. Auf der x-Achse ist die
Zeit in Untersuchungstagen aufgeführt, jede Charge (C1 bis C6) wird durch einen
Balken an dem jeweiligen Untersuchungstag repräsentiert, auf der y-Achse ist die
Anzahl von Listeria monocytogenes (Feldstamm, Isolat 6) logarithmisch angegeben
(lg KbE/g). Die Standardabweichungen sind jeweils als Linien oberhalb der einzelnen
Balken verzeichnet. Unterschiedliche Buchstaben oberhalb der Balken zeigen
zusätzlich statistisch signifikante Unterschiede der Chargen zueinander (p ≤ 0,05) an
den jeweiligen Untersuchungstagen. Für Untersuchungstag 0 konnte keine statistische
Auswertung erfolgen.

Ergebnisse 91
b
lg KbE/g
3,5
3,0
2,5
2,0
1,5
1,0
0,5
0,0
C1 C2 C3 C4 C5 C6
d d e d
d
d
c ab
b
c
ab a
c
b
a a
b
b
b
ac
c
b
b
c
a
ac
a
a
b b
b
0 4 8 12 16 21
Untersuchungstag
Abb. 12: Keimzahlen (MW, +S) von Listeria monocytogenes (Feldstamm, Isolat 6)
über 21 Tage in den Chargen C1 bis C6 (je n=6), mit Probennahme an den Tagen 0,
4, 8, 12, 16 und 21; unterschiedliche Buchstaben = signifikante Unterschiede der
Chargen zueinander (p ≤ 0,05) an den jeweiligen Untersuchungstagen
Die Werte der Chargen C5 (100 Vol. % O2) und C6 (100 Vol. % Ar) liegen im Mittel
höher als die Werte der übrigen Chargen (lg 3,01 KbE/g in C5, lg 2,96.KbE/g in C6).
Da diese an unterschiedlichen Tagen hergestellt wurden, konnten statistisch
signifikante Unterschiede der Chargen zueinander lediglich zwischen den Chargen
C1 bis C4 und den Chargen C5 und C6 errechnet werden. Bemerkenswert ist, dass
die Keimzahlen der Charge C5 an Tag 0 höher liegen als in Charge C6, ab Tag 4
dann aber im weiteren Verlauf unter die Werte der Keimzahlen der Charge C6 fallen.
Bei den Chargen C1 bis C4 liegen die Anfangskeimgehalte bei Werten um lg 2,2
kbE/g bis lg 2,5 KbE/g. Im weiteren Verlauf zeigen die Keimzahlen in diesen Chargen
keine Kontinuität. Zwischen den einzelnen Chargen liegen an einzelnen Tagen

92 Ergebnisse
statistisch signifikante (p ≤ 0,05) Unterschiede vor, aber es lässt sich keine
Regelmäßigkeit ableiten.
4.2 Physikalische Untersuchungen
4.2.1 pH- und aw-Wert-Messungen
Im folgenden Kapitel sind die Ergebnisse der pH-Wert- und aw-Wert-Messungen
graphisch dargestellt. Eine statistische Auswertung konnte nicht durchgeführt
werden, die pH-Wert-Messungen wurden je Charge (n=1) an jedem Untersuchungs-
tag durchgeführt. Die Abbildungen dienen aber der deskriptiven Darstellung der
Verläufe dieser Werte.
In Abbildung 13 ist der pH-Wert-Verlauf in den einzelnen Rohwurstchargen (C1-C6),
schematisch aufgetragen. Auf der x-Achse ist der Untersuchungszeitraum in Tagen
aufgeführt, auf der y-Achse sind die pH-Werte dargestellt. Die Einzelwerte können
der Tabelle 21 in Kapitel 10.1.6. im Anhang entnommen werden.

Ergebnisse 93
pH-Wert
7,5
6,5
5,5
4,5
C1 C2 C3 C4 C5 C6
0 4 8 12 16 21
Untersuchungstag
Abb. 13: pH-Werte der Rohwürste (n=1) der Chargen C1 bis C6
Die Abbildung 13 zeigt einen konstanten pH-Wert in allen untersuchten Chargen an
allen Untersuchungstagen (n=1). Die pH-Werte liegen an allen Tagen bei allen
Chargen im arithmetrischen Mittel um einen Wert von pH 5,6, nennenswerte pH-
Wert-Änderungen konnten im Zeitraum der Lagerung von 21 Tagen nicht festgestellt
werden.
In der Abbildung 14 ist der aw-Wert-Verlauf in den Rohwürsten der einzelnen
Chargen (C1 bis C6) dargestellt. Auf der x-Achse ist wiederum der Zeitraum in
Untersuchungstagen dargestellt, auf der y-Achse sind die absoluten aw-Werte
angegeben. Die Einzelwerte können der Tabelle 22 in Kapitel 10.1.6. im Anhang
entnommen werden.

94 Ergebnisse
aw-Wert
0,990
0,985
0,980
0,975
0,970
0,965
C1 C2 C3 C4 C5 C6
0 4 8 12 16 21
Untersuchungstag
Abb. 14: aw-Werte der Rohwürste (n=1) der Chargen C1 bis C6
Die aw-Werte zeigen in allen Chargen einen ähnlichen Verlauf. Die Messwerte liegen
im Mittel bei einem Wert von 0,975, bleiben im Verlauf bis zu Tag 12 etwa bei diesem
Wert stabil und steigen in den letzten neun Tagen auf einen Wert von 0,982.
Lediglich Charge C6 (100 Vol. % Ar) hat zu Beginn einen höheren aw-Wert als die
übrigen Chargen. Hier liegt der Wert anfangs bei 0,988.

Ergebnisse 95
4.2.2 L*, a*, b* - Farbwerte
4.2.2.1 Rotwert (a*-Wert)
In Abbildung 15 ist der Verlauf der Rotwerte (a*-Werte) der Rohwürste in den
einzelnen Chargen (Chargen C1 bis C6) aufgezeigt. Auf der x-Achse ist die Zeit in
Untersuchungstagen angegeben, auf der y-Achse ist der dimensionslose a*-Wert
aufgetragen. Die einzelnen Punkte geben die Mittelwerte (MW) aus den einzelnen
Messdaten der jeweiligen Chargen an den Untersuchungstagen wieder (n = 6), die
Standardabweichung (+S) ist jeweils als Linie oberhalb der Messpunkte verzeichnet.
Die Einzelwerte können der Tabelle 23 in Kapitel 10.1.7. im Anhang entnommen
werden.

96 Ergebnisse
a*-Wert
12
10
8
6
4
2
0
C1 C2 C3 C4 C5 C6
4 8 12 16 21
Untersuchungstag
Abb. 15: Mittlere Rotwerte (a*-Werte) (MW, +S) der Rohwürste (n=6) der
unterschiedlichen Chargen (C1 bis C6) über einen Zeitraum von 21 Tagen;
ausgefüllte bzw. grau unterlegte Symbole = signifikante Tagesunterschiede innerhalb
der Chargen (p ≤ 0,05), = signifikanter Unterschied der Chargen zueinander über
den Gesamtverlauf (p ≤ 0,05)
Charge C5 (100 Vol. % O2) weist über den Gesamtverlauf statistisch signifikant
niedrigere Rotwerte als die übrigen Chargen (p ≤ 0,05) auf. Für Charge C5 liegen die
a*-Werte im Bereich von etwa fünf bis eins, für die übrigen Chargen wurden a*-Werte
im Bereich von etwa sieben bis zehn gemessen. Innerhalb der einzelnen Chargen
liegen ebenfalls statistisch signifikante Unterschiede vor (p ≤ 0,05). In Charge C5
fallen die Rotwerte in Mittel von anfangs fünf auf Werte von eins. Lediglich von Tag
12 zu Tag 16 ist der Unterschied nicht signifikant. Innerhalb der übrigen Chargen
liegen ebenfalls statistisch signifikante Unterschiede zwischen den einzelnen
Messdaten vor, insgesamt bewegen sich die Messdaten aber innerhalb eines
Plateaus bei den a*-Werten zwischen etwa sieben und zehn.

Ergebnisse 97
4.2.2.2 Gelbwert (b*-Wert)
In Abbildung 16 ist der Verlauf der Gelbwerte (b*-Werte) der Rohwürste in den
einzelnen Chargen (Chargen C1 bis C6) aufgezeigt. Auf der x-Achse sind wiederum
die Untersuchungstage angegeben, auf der y-Achse ist der dimensionslose b*-Wert
aufgetragen. Die einzelnen Punkte geben die Mittelwerte (MW) aus den einzelnen
Chargen an den einzelnen Tagen wieder (n = 6), die Standardabweichung ist jeweils
als Linie oberhalb der Messpunkte verzeichnet. Die Einzelwerte sind in Tabelle 24 in
Kapitel 10.1.7. im Anhang verzeichnet.
b*-Wert
12
10
8
6
4
2
0
C1 C2 C3 C4 C5 C6
4 8 12 16 21
Untersuchungstag
Abb. 16: Mittlere Gelbwerte (b*-Werte) (MW, +S) der Rohwürste (n=6) der
unterschiedlichen Chargen (C1 bis C6) über einen Zeitraum von 21 Tagen,
ausgefüllte bzw. grau unterlegte Symbole = signifikante Tagesunterschiede innerhalb
der Chargen (p ≤ 0,05)

98 Ergebnisse
Die Gelbwerte (b*-Werte) der unterschiedlichen Rohwurstchargen liegen alle in
einem Plateaubereich mit Werten von etwa sieben bis zehn. Zwischen den einzelnen
Chargen kann insgesamt kein statistisch signifikanter Unterschied errechnet werden.
Innerhalb der einzelnen Chargen zeigen sich einzelne statistisch signifikante
Tagesunterschiede. Bemerkenswert ist der Anstieg der b*-Werte in Charge C5
(100 Vol. % O2), dieser Anstieg zwischen den Anfangswerten von acht (MW) ± S und
den Endwerten (zehn) ± S ist statistisch signifikant (p ≤ 0,05). In allen anderen
Chargen ist im Gegensatz dazu ein Abfall des Gelbwertes zu beobachten,
statistische Signifikanzen sind hier aber lediglich zwischen den Anfangs- und
Endwerten in den Chargen C1 (0 Vol. % CO2/100 Vol. % N2), C3 (70 Vol. % CO2/
30 Vol. % N2) und in Charge C6 (100 Vol. % Ar) zu verzeichnen. Einzelne weitere
statistisch signifikante Tagesunterschiede innerhalb einzelner Chargen sind
beschreibend anzusehen.
4.2.2.3 Farbhelligkeit (L*-Wert)
In Abbildung 17 ist der Verlauf der Helligkeitswerte (L*-Werte) der Rohwürste in den
einzelnen Chargen (Chargen C1 bis C6) aufgezeigt. Auf der x-Achse ist der
Untersuchungszeitraum in Untersuchungstagen angegeben, auf der y-Achse ist der
dimensionslose Wert für den gemessenen Farbton Helligkeit (L*-Wert) aufgetragen.
Die einzelnen Punkte geben die Mittelwerte aus den einzelnen Chargen an den
einzelnen Tagen wieder (n=6), die Standardabweichung (+S) ist jeweils als Linie
oberhalb der Messpunkte verzeichnet. Die Einzelwerte sind in Tabelle 25 in Kapitel
10.1.7. im Anhang aufgeführt.

Ergebnisse 99
L*-Wert
60
55
50
45
40
C1 C2 C3 C4 C5 C6
4 8 12 16 21
Untersuchungstag
Abb. 17: Mittlerer Helligkeitswert (L*-Wert) (MW, +S) der Rohwürste (n=6) der
unterschiedlichen Chargen (C1 bis C6) über einen Zeitraum von 21 Tagen,
ausgefüllte bzw. grau unterlegte Symbole = signifikante Tagesunterschiede innerhalb
der Chargen (p ≤ 0,05), = signifikanter Unterschied der Chargen zueinander über
den Gesamtverlauf (p ≤ 0,05)
Es wird deutlich, dass die Helligkeitswerte (L*-Werte) der Rohwürste sich tendenziell
in einem Plateaubereich mit Werten zwischen 48 und 55 bewegen. Charge C3
(70 Vol. % CO2/30 Vol. % N2) unterscheidet sich von den übrigen Chargen in den
Messdaten zu allen Untersuchungszeiten statistisch signifikant (p ≤ 0,05). In der
Grafik wird dies durch einen Stern gekennzeichnet. Weiterhin sind innerhalb der
einzelnen Chargen statistisch signifikante Tagesunterschiede errechenbar.

100 Ergebnisse
4.2.2.4 Farbänderungswerte
Die Abbildung 18 zeigt die mittleren Farbänderungen (n=6) der a*-, b*- und L*-Werte
(Δa*, Δb*, ΔL*) und die mittlere Gesamtfarbänderung (ΔGesamt) in den einzelnen
Chargen. Auf der x-Achse sind jeweils vier Balken (ΔGesamt, Δa*, Δb*, ΔL*) für die
Chargen C1 bis C6 dargestellt. Auf der y-Achse ist die Änderung der Farbwerte als
dimensionslose Zahl aufgetragen. Die Einzelwerte können der Tabelle 26 in Kapitel
10.1.7. im Anhang entnommen werden. Die Gesamtänderung der Farbwerte wird
nach folgender Formel berechnet:
2 2
t 0 t 0 t 0
Δ Gesamt = ( L * −L*)
+ ( a * −a*)
+ ( b * −b*)
ΔGesamt = Gesamtfarbänderung
t = Messzeitpunkt, hier Tag 21
0 = Anfangsmesswert, Tag 0
2

Ergebnisse 101
Änderungswerte
8
7
6
5
4
3
2
1
0
ΔGesamt Δa* Δb* ΔL*
C1 C2 C3 C4 C5 C6
Chargen
Abb. 18: Mittlere Farbänderungswerte (MW, ΔGesamt, Δa*, Δb*, ΔL*) der Rohwürste
(n=6) der unterschiedlichen Chargen (C1 bis C6) vom Tag 4 zum Tag 21 (t4 bis t21),
von 1,0
kennzeichnet dabei die sensorisch wahrnehmbare Grenze der Farbänderung
Die Abbildung 18 zeigt, dass in Charge C5 (100 Vol. % O2) im Lagerungsverlauf von
21 Tagen die Farbänderungswerte sowohl in den Gesamtfarbwerten als auch in den
Rot-, Gelb- und Helligkeitswerten (a*-, b*- und L*-Werte) im sensorisch wahr-
nehmbaren Bereich liegen. Die Differenz des a*-Wertes liegt bei 4,0, des b*-Wertes
bei 2,3 und des L*-Wertes bei 5,2. Die Gesamtfarbänderung ist mit einer Differenz
von 5,2 ebenfalls weit höher als die Änderungswerte der übrigen Chargen.

102 Ergebnisse
4.2.2.5 Zusammensetzung der Atmosphären
Die Abbildung 19 zeigt vergleichend die Zusammensetzung (Vol. %) der verschiedenen
Schutzatmosphären, gemessen an den Untersuchungstagen 0 und 21. Untersuchungstag
0 entspricht dem Tag der Herstellung und Verpackung der „Frischen
Mettwurst“. In der Grafik sind die untersuchten Chargen C1 (0 Vol. % CO2/100 Vol. %
N2),C2 (30 Vol. % CO2/70 Vol. % N2), C3 (60 Vol. % CO2/40 Vol. % N2), C4 (100 Vol.
% CO2/0 Vol. % N2), C5 (100 Vol. % CO2) und C6 (100 Vol. % Ar) durch jeweils zwei
Säulen dargestellt, die erste Säule repräsentiert Tag 0, die jeweils zweite Säule Tag
21 nach Herstellung und Verpackung. Auf der y-Achse sind die Gasanteile
prozentual angegeben. Die Messdaten sind in Tabelle 27 im Anhang (Kapitel 10.1.8.)
aufgeführt.
100%
90%
80%
70%
60%
50%
40%
30%
20%
10%
0%
0 21 0 21 0 21 0 21 0 21 0 21
C1 C2 C3 C4 C5 C6
Abb. 19: Mittlere Gasvolumenanteile (CO2, N2, O2, Ar) in den verschiedenen Schutzat-
mosphären (Vol. %), gemessen an den Untersuchungstagen Tag 0 und Tag 21,
(n=3)
Tag
Ar
N2
O2
CO2

Ergebnisse 103
Die Abbildung 19 zeigt, dass in allen Chargen, in denen Kohlendioxid (CO2) als
Schutzgas verwendet wurde (C2 (30 Vol. % CO2/70 Vol. % N2), C3 (60 Vol. %
CO2/40 Vol. % N2), C4 (100 Vol. % CO2/0 Vol. % N2), im Verlauf der Lagerung von
21 Tagen, der prozentuale Anteil an CO2 abnimmt und der Anteil an Sauerstoff (O2)
sowie der errechnete Anteil an Stickstoff (N2) zunimmt. Dieser Anstieg des Stickstoffs
und des Sauerstoffs sowie die Abnahme des prozentualen Anteils an Kohlenstoff
sind statistisch signifikant (p ≤ 0,05). In Charge C2 sinkt der CO2-Anteil von anfangs
30 Vol. % auf 21,9 Vol. % an Tag 21, gleichzeitig steigt der errechnete Anteil an
N2 von 70 Vol. % auf 77 Vol. % und der Sauerstoffanteil steigt auf 1,1 Vol. %. In
Charge C3 liegen die Werte im Mittel anfangs bei 60 Vol. % CO2 und sinken im
Verlauf auf 41,9 Vol. %, O2 steigt auf 1,4 Vol. % an und N2 von 40 Vol. % auf
56,7 Vol. %. In Charge C4 liegen die Verhältnisse ähnlich, Kohlendioxid fällt von
100 Vol. % zu Beginn der Lagerung auf 88,5 Vol. % am Ende des Untersuchungszeitraumes,
dabei nehmen die Anteile von Stickstoff und Sauerstoff zu. N2 steigt auf
Werte von 9,3 Vol. % und O2 auf 2,2 Vol. %.
In den Chargen C1 (0 Vol. % CO2/100 Vol % N2), C5 (100Vol. % O2) und C6
(100 Vol. % Ar) verhalten sich die Anteile der Schutzgase anders. Bei den in diesen
Chargen zu 100 Vol. % eingesetzten Schutzgasen Stickstoff (N2), Sauerstoff (O2)
und Argon (Ar) fallen die prozentualen Anteile (Vol. %) statistisch signifikant
(p ≤ 0,05) ab. Gleichzeitig steigen die Werte für Sauerstoff (O2) bzw. Stickstoff (N2)
und Kohlendioxid (CO2) prozentual an. In Charge C1 sinken die Werte des N2 im
Mittel auf 92,1 Vol. % bei einem Anstieg von O2 auf 0,8 Vol. % und von CO2 auf 7,1
Vol. %. In Charge C5 fällt der prozentuale Anteil des eingesetzten Sauerstoffs auf
66,6 Vol. %, N2 steigt dabei auf 5,9 Vol. % und CO2 auf 27,5 Vol. % an. In Charge C6
sinkt der Argon-Anteil auf 92,0 Vol. % bei gleichzeitigem Anstieg der O2-Werte auf
0,6 Vol. % und der CO2-Werte auf 7,4 Vol. %.

104 Ergebnisse
4.3 Chemische Untersuchungen
Die chemischen Untersuchungen erfolgten wie aus Tabelle 10, Kapitel 3.3.2 ersicht-
lich für die jeweiligen Parameter an bestimmten Untersuchungstagen (n = 1). Eine
statistische Auswertung der vorliegenden Parameter war nicht möglich. Beschrei-
bend werden diese Daten aber im Folgenden entweder tabellarisch oder graphisch
dargestellt.
4.3.1 Chemische Vollanalyse
In Tabelle1 sind die Parameter Gesamtfett, Gesamteiweiß, Hydroxyprolin, Wasser
und Asche dargestellt. Diese Parameter wurden bei der chemischen Vollanalyse am
Herstellungstag (Tag 0) und am letzten Untersuchungstag (Tag 21) durchgeführt
(n = 1). Die Werte sind jeweils für die Chargen C1 bis C6 an diesen Tagen tabellarisch
aufgeführt. Die Werte sind jeweils als prozentuale Anteile (%) der Gesamtzusammensetzung
angegeben.
Tab. 12: Ergebnisse der chemischen Vollanalyse (n = 1) für die einzelnen Chargen
C1 bis C6, Tag 0 und Tag 21, Angaben in %
Tag 0 Tag 21
% C1 C2 C3 C4 C5 C6 C1 C2 C3 C4 C5 C6
Gesamtfett
13,3 13,5 13,3 13,4 14,0 14,1 12,6 12,4 12,6 12,7 13,2 13,3
Gesamteiweiß
19,4 19,3 19,4 19,3 19,9 19,8 19,6 19,7 19,7 19,6 20,3 20,4
Hydroxyprolin
0,08 0,08 0,08 0,08 0,10 0,10 0,08 0,08 0,08 0,08 0,10 0,10
Wasser 64,6 64,6 64,7 64,6 63,4 63,3 65,3 65,2 65,2 65,1 64,6 64,4
Asche 2,70 2,70 2,70 2,70 2,80 2,80 2,70 2,70 2,70 2,70 2,70 2,70
BEFFE 18,7 18,7 18,7 18,7 19,3 19,2 18,9 18,9 19,1 18,9 19,5 19,6

Ergebnisse 105
4.3.2 Nitrit- und Nitratgehalt
In Abbildung 21 ist der zeitliche Verlauf der Gesamtnitrit- und -nitratkonzentrationen
zu erkennen. Auf der x-Achse ist die Zeit in Untersuchungstagen angegeben und auf
der y-Achse sind die Messwerte in mg Kaliumnitrat/kg Rohwurstgrundmasse
aufgeführt. Die Einzelwerte können der Tabelle 28 in Kapitel 10.1.9. im Anhang
entnommen werden.
KNO3 [mg/kg]
60
50
40
30
20
10
C1 C2 C3 C4 C5 C6
0 4 8 12 21
Untersuchungstag
Abb.20: Gesamtnitrat/-nitritgehalte der Rohwürste (n=1) aus den unterschiedlichen
Chargen (C1 bis C6)
Die Rohwürste der Chargen C1 bis C4 zeigen einen sehr ähnlichen Verlauf der
Gesamtnitrat bzw. -nitritgehalte (C1 (0 Vol. % CO2/100 Vol. % N2), C2 (30 Vol. %
CO2/70 Vol. % N2), C3 (60 Vol. % CO2/40 Vol. % N2), C4 (100 Vol. % CO2/0 Vol. %
N2)). Im geometrischen Mittel aller untersuchten Chargen liegen die Werte zu Beginn
bei 51,8 mg/kg Kaliumnitrat, bis Tag 4 war eine Erniedrigung der Werte auf einen

106 Ergebnisse
Wert von 50,4 mg/kg Kaliumnitrat festzustellen, dann ist bis zum Tag 21 ein
kontinuierlicher Abfall der Gesamtnitrat bzw. –nitritgehalte auf Werte von durch-
schnittlich 21,4 mg/kg Kaliumnitrat zu erkennen. Anders verhielt es sich in den
Chargen C5 (100 Vol. % CO2) und C6 (100 Vol. % Ar). Der Verlauf war bis zu Tag 4
vergleichbar mit den Werten der übrigen Chargen, dann fielen die Werte in Charge
C5 auf Werte von 51,9 mg/kg Kaliumnitrat an Tag 12, über 46,2 mg/kg an Tag 16 auf
Werte von 23,7 mg/kg an Untersuchungstag 21. Charge C6 zeigte einen weniger
steilen Abfall auf einen Endwert von 35,6 mg/kg an Tag 21.
Der zeitliche Verlauf der Nitritkonzentrationen in den einzelnen Rohwurstchargen ist
in Abbildung 21 zu erkennen. Auf der x-Achse ist die Zeit in Untersuchungstagen
angegeben und auf der y-Achse sind die Messwerte in mg Nitrit pro kg Rohwurstgrundmasse
aufgeführt.
NaNO2 [mg/kg]
25
20
15
10
5
0
C1 C2 C3 C4 C5 C6
0 4 8 12 21
Untersuchungstag
Abb.21: Nitrit-Gehalte der Rohwürste (n=1) aus den unterschiedlichen Chargen
(C1 bis C6)

Ergebnisse 107
Auch bei den Nitritwerten gibt es Unterschiede zwischen den einzelnen Chargen,
statistisch signifikante Aussagen können aber aufgrund der geringen n-Zahl nicht
getroffen werden. Es wird deutlich, dass in allen Chargen (C1 bis C6) die
Nitritgehalte ab Untersuchungstag 4 kontinuierlich abfallen. An Tag 4 liegen die
Werte aller Chargen im Mittel bei Werten von etwa 15 mg/kg, lediglich bei Charge C5
liegt der Wert für den Nitritgehalt an Tag 4 höher (bei etwa 20 mg/kg). Bis zum Ende
des Untersuchungszeitraumes fallen die Messwerte auf Werte zwischen 0 und 2
mg/kg. Vom Herstellungstag (Tag 0) bis zum Tag 4 lässt sich in den Chargen
C1 (0 Vol. % CO2/100 Vol. % N2), C5 (100 Vol. % CO2) und C6 (100 Vol. % Ar) ein
Anstieg der Nitritgehalte erkennen. In Charge C1 steigen die Werte von anfangs 11,8
auf 15,5 mg/kg, in Charge C5 ist ein deutlicher Anstieg von 7,2 auf 20,7 mg/kg zu
erkennen und in Charge C6 liegen die Werte bei 6,2 mg/kg an Tag 0 und 14,9 mg/kg
an Untersuchungstag 4.
4.3.3 Umrötung
In der Abbildung 22 ist die Umrötung der Muskulatur (angegeben in %) in den
Rohwürsten der sechs untersuchten Chargen während der gesamten Lagerungsdauer
dargestellt. Die x-Achse ist die Zeitachse, in Untersuchungstagen aufgetragen,
und auf der y-Achse ist die prozentuale Umrötung dargestellt. Die Messdaten sind in
Tabelle 29 in Kapitel 10.1.10. im Anhang aufgeführt.

108 Ergebnisse
Umrötung in %
60
50
40
30
20
10
0
C1 C2 C3 C4 C5 C6
0 4 8 12
Untersuchungstag
Abb. 22: Umrötung (in %) der Rohwürste (n=1) aus den verschiedenen Chargen
(C1 bis C6)
In den meisten Chargen (C1, C2, C3, C4 und C5) ist ein steiler Anstieg der Umrötung
vom Tag der Herstellung (Tag 0) bis zum Untersuchungstag 12 zu sehen. An Tag 12
ist in diesen Chargen eine prozentuale Umrötung von um die 50 % erreicht.
Bemerkenswert ist der Verlauf der Umrötung bei Charge C5 (100 Vol. % O2). Die
prozentuale Umrötung steigt vergleichsweise zu den anderen Chargen bis zum
Untersuchungstag 4 an (etwa 15 bis 20 %), fällt dann aber bis zu Tag 8 wieder auf
Werte um den Ursprungswert ab (5,9 %).

Diskussion 109
5. Diskussion
5.1 Einführung
Die humane Listeriose zählt zu den bedeutendsten lebensmittelbedingten Infektio-
nen, da eine sehr hohe Letalität in der Risikogruppe (Senioren, Neugeborene,
Schwangere und chronisch erkrankte Menschen) zu beobachten ist (RKI 2003). Die
Morbidität dieser Krankheit ist vergleichsweise niedrig, im Jahre 2005 wurden nach
Angaben des Robert-Koch-Instituts 489 Krankheitsfälle der humanen Listeriose
verzeichnet (RKI 2006). Das entspricht einer Inzidenz von 0,4/100.000 Einwohner.
Die Listeriose wird verursacht durch Listeria monocytogenes. Durch das ubiquitäre
Vorkommen dieser Bakterien, sind diese auch in diversen Lebensmitteln zu finden.
Auf Grund der möglichen Übertragung durch den Verzehr kontaminierter
Lebensmittel (McLAUCHLIN et al. 2004), stellen kurzgereifte Rohwürste, insbesondere
„Frische Mettwurst“, eine potentielle Gefahr für den Verbraucher dar. Da die
Krankheit weiterhin eine Mortalitätsrate von bis zu 38 % in der Risikogruppe aufweist,
ist es notwendig, sichere Produkte herzustellen, um das Gesundheitsrisiko für den
Verbraucher möglichst gering zu halten. Nach Vorgaben des Bundesinstitutes für
Risikobewertung (BfR) wird für die Beurteilung der Verkehrsfähigkeit von
Lebensmitteln in Zusammenhang mit der Kontamination mit Listeria monocytogenes
ein Wert von 1,0 x 10 2 KbE/g Listeria monocytogenes für eine Vielzahl von Lebensmitteln,
u. a. für streichfähige Rohwurst, angestrebt (BgVV 2000).
Modified Atmosphere Packaging (MAP) ist durch den verlängernden Effekt auf die
Haltbarkeit (DEVLIEGHERE et al. 2004) der verpackten Produkte die Verpackungstechnologie,
die im Einzelhandel für viele Produkte verwendet wird. Auch frisches
Fleisch und Fleischerzeugnisse gelangen unter Schutzatmosphäre verpackt in den
Handel. Bei Rohwürsten wie „Frischer Mettwurst“ findet die MAP-Technologie
ebenfalls zunehmend Verwendung. Den Schutzgasen als solches kommt dabei eine
besondere Bedeutung zu, neben der Schutzfunktion vor Einflüssen aus der Umge-

110 Diskussion
bungsatmosphäre (PAULUS 1996) steht dabei die Wirkung der unterschiedlichen
Gase auf die unerwünschte Keimflora (Verderbnisflora und pathogene Keime wie
Listeria monocytogenes) im Vordergrund.
Ziel dieser Arbeit ist es, die speziellen Auswirkungen der unterschiedlichen
Schutzgase unter definierten Herstellungs- und Lagerungsbedingungen von „Frischer
Mettwurst“ auf das Wachstumsverhalten und die Vermehrung von Listeria monocy-
togenes herauszustellen.
5.2 Diskussion von Material und Methoden
5.2.1 Material
5.2.1.1 „Frische Mettwurst“
Die in den Versuchen verwendete Wurstgrundmasse wurde nach Art einer „Frischen
Mettwurst“ (Leitsätze für Fleisch und Fleischerzeugnisse, 2.212.3) hergestellt. Dabei
wurden 80 % grob entfettetes Schweinefleisch (Mm. Semimembranosus, semiten-
dinosus u. glutaeus medius) und 20 % Fettgewebe vom Schwein zu einer Grund-
masse verarbeitet. Um die Auswirkungen der Schutzgase an sich auf das
Wachstumsverhalten der Testkeime untersuchen zu können, wurde außer auf die
Zugabe von 1,8 % Nitritpökelsalz (NPS) auf weitere Zusätze wie Starterkulturen und
Gewürze bei der Herstellung der Rohwurstgrundmasse verzichtet, da in diversen
Untersuchungen ein keimhemmender Effekt von Starterkulturen auf Listeria
monocytogenes nachgewiesen werden konnte. Kulturen mit beispielsweise 50 %
Lactobacillus plantarum und 50 % Lactobacillus carnis zeigten deutliche Hemm-
wirkung auf Listeria monocytogenes (OZARI 1991). Auch KULEASAN und
CAKMAKCI (2002) bestätigen diese Beobachtungen. Listeria monocytogenes konnte
durch das von Lactobacillus reuteri produzierte Bacteriocin Reuterin im Wachstum

Diskussion 111
gehemmt werden. Insgesamt wurden 180 Proben, je Charge 36 Proben à 125 g, in
einem Untersuchungszeitraum von 21 Tagen untersucht.
5.2.1.2 Mikroorganismen
In den Vorversuchen wurde ein humanpathogener Referenzstamm von Listeria
monocytogenes Serovar 1/2a (DSM 20600) eingesetzt. In den weiteren Haupt-
versuchen wurde dann ein Feldstamm von Listeria monocytogenes verwendet, um
die natürlichen Verhältnisse des Vorkommens der Listerien zu reproduzieren. Der
verwendete Feldkeim war zuvor aus Schweinehackfleisch isoliert worden, im Labor
des Institutes für Lebensmittelqualität und –sicherheit angezüchtet und dann durch
spezifische Untersuchungen als Listeria monocytogenes identifiziert worden. Eine
zusätzliche Bestätigung wurde in einem unabhängigen Labor, im Biozentrum für
Mikrobiologie in Würzburg, mittels PCR durchgeführt. Der Feldstamm wurde als
Testkeim für die Hauptversuche eingesetzt, da die Bakterien bereits an die Matrix
Schweinefleisch adaptiert waren. Bakterien besitzen die Fähigkeit, sich ihrer Umgebung
anzupassen. Untersuchungen ergaben, dass die Fähigkeit zum Wachstum in
einer Umgebung, an die die Keime nicht adaptiert sind, reduziert ist (DYKES 2003).
5.2.1.3 Verpackung
Ein Großteil aller Lebensmittel, darunter auch Fleisch und Fleischerzeugnisse,
gelangt heutzutage verpackt in den Handel, die MAP-Technologie kommt dabei
vermehrt zum Einsatz (FARBER 1990). Die Zusammensetzung der Verbundmaterialien
hat dabei einen direkten Einfluss auf die erwünschten Eigenschaften der
Verpackung. In der Regel werden Schalen aus Polypropylen (PP), aus geschäumtem
Polystyrol (PS) sowie aus Polyethylenterephthalat (PET) verwendet. Polyethylen
(PE) mit unterschiedlichen Dichtegraden wird als Folienmaterial ebenso wie
Polysterol (PS) oder Polyvinylchlorid (PVC) eingesetzt. Zusätzlich wird beispiels-

112 Diskussion
weise Polyvinylidenchlorid (PVDC) als Barriereschicht gegen Sauerstoff eingesetzt
(ANONYM 2006). Um die Versuche in Anlehnung an die im Handel verwendeten
Verpackungen zu gestalten, wurden auch in den vorliegenden Untersuchungen diese
Verpackungsmaterialien verwendet. Zum Einsatz kam eine Schale aus Polypropylen
(PP) in Kombination mit einer PET-Folie mit einer Barriereschicht aus PVDC. Im
Handel sind noch keine Verpackungsmaterialien für die Verpackung von „Frischer
Mettwurst“ ohne Hülle, also unter Schutzatmosphäre, vorhanden. Da bei der MAP-
Technologie ein häufiger Fehler im Volumenverhältnis Gas zu Produkt liegt
(ANONYM 2003), wurde die Verpackung für praxisübliche Anwendungen nach-
geahmt. Hackfleisch wird handelsüblich zu 250 g Portionen in einer MAP-Schale
(187 x 137 x 50mm) verpackt, deshalb wurden in der vorliegenden Studie in
Anlehnung daran je zwei Würste à 125g gemeinsam in einer solchen MAP-Schale
unter Schutzatmosphäre verpackt. Dabei liegt das Inhalt/Gasvolumen-Verhältnis
etwa bei 1:1,6.
5.2.1.4 Schutzgase
Bei der MAP-Technologie wird die Umgebungsluft durch eine definierte, auf das
Lebensmittel abgestimmte Schutzatmosphäre ersetzt. Je nach Produktgruppe wer-
den verschiedene Gasatmosphären eingesetzt. Für frisches Fleisch ist dabei eine
Sauerstoff enthaltende Atmosphäre notwendig, da dieser sich mit dem Muskelfarbstoff
Myoglobin zu Oxymyoglobin verbindet und so die rote Fleischfarbe länger
erhalten bleibt (FARBER 1990, CHURCH u. PARSONS 1997). Für die Verpackung
von Frischfleisch sind Gasgemische von 60 bis 80 Vol. % Sauerstoff (O2) und 20 bis
40 Vol. % Kohlendioxid (CO2) üblich. Im Gegensatz zur Frischfleischverpackung,
werden oxidativ gefährdete Lebensmittel wie beispielsweise Aufschnittware von
Mortadella oder Salami, in der Regel unter anaeroben Verhältnissen verpackt
(DEVLIEGHERE et al. 2004). Dazu werden in der Regel Mischungen von Stickstoff
(N2) oder anderen inerten Gasen mit Kohlendioxid (CO2) verwendet (ANONYM
2006). Da ein Produkt wie „Frische Mettwurst“ umgerötet ist und somit kein

Diskussion 113
Sauerstoff zur Erhaltung der roten Farbe notwendig ist, kann dieses Produkt
ebenfalls in einer Atmosphäre ohne Sauerstoff verpackt werden. Die „Frische
Mettwurst“ wurde in den vorliegenden Untersuchungen unter einer anaeroben
Atmosphäre aus Kohlendioxid (CO2) und Stickstoff (N2) verpackt. In Anlehnung an
die Frischfleischverpackung (30 Vol. % CO2) wurden hier die beiden Gase als
Gasgemisch in gleichmäßigen Abstufungen eingesetzt. Die Gasanteile wurden in
den Abstufungen 100, 60, 30 und 0 Vol. % CO2 verwendet, die Restanteile auf 100
Vol. % bildete jeweils N2. Die Stufen sollten zur Ermittlung des optimalen Mischungs-
verhältnisses der Gase dienen. Zwei weitere Chargen mit 100 Vol. % Sauerstoff und
100 Vol. % Argon wurden ebenfalls in dieser Studie untersucht. Nach FARBER
(1990) fördert O2 generell das Wachstum der aeroben Keimflora, hemmt aber
gleichzeitig das Wachstum der obligat anaeroben Keime. Daher sollte die
vorliegende Studie Aufschluss über die Effekte von 100 Vol. % O2 sowohl auf das
Keimwachstum der mesophilen aeroben Mikroflora als auch auf Listeria
monocytogenes geben. Argon als ein inertes Gas wurde in Anlehnung an die
Verwendung von 100 Vol. % Stickstoff eingesetzt und untersucht, um eventuelle
antimikrobielle Wirkungen, wie bei ENFORS et al (1979) beschrieben, auf die
Gesamtkeimzahl und Listeria monocytogenes feststellen zu können.
5.2.1.5 Lagerung
„Frische Mettwurst“ ist als kurzgereifte Rohwurst nach den Leitsätzen für Fleisch und
Fleischerzeugnisse (2.21) ungekühlt (über 10 °C) lagerungsfähig. Das Produkt wird
normalerweise bei 7 °C gereift und gelangt dann in den Handel. Aufgrund des
frischen Charakters, d. h. da „Frische Mettwurst“ durch die geringe Abtrocknung
höhere pH- und aw-Werte (BUCKENHÜSKES u. GEHRING 2000) aufweist und
dadurch die Gefahr des mikrobiellen Verderbs erhöht ist, sollte die Lagerung auch im
Handel bei Kühltemperaturen von etwa 7°C stattfinden. SZABO u. CAHILL (1998)
beobachteten in ihrer Studie mit beimpfter Trypton-Soja-Bouillon eine Vermehrung
von Listeria monocytogenes während der Lagerung sowohl bei 4 °C als auch bei

114 Diskussion
12 °C. In ihrer Studie wurde der Einfluss von 100 Vol. % CO2 bzw. 100 Vol. % N2 als
Schutzgase mit berücksichtigt. Die Vermehrungsrate der Keime lag in beiden
untersuchten Atmosphären bei 12 °C weit höher als bei 4 °C. Selbst bei
Kühlschranktemperaturen ist eine Vermehrung der Keime zwar möglich, aber sowohl
die lag-Phase als auch die Generationszeiten von Listeria monocytogenes zeigen bei
Temperaturen unter 10 °C signifikante Verzögerungen (HARRIS 2002). Um die
Verhältnisse der Lagerung im Handel mit berücksichtigen zu können, wurde in der
vorliegenden Studie die „Frische Mettwurst“ sowohl bei 7 ± 0,2 °C gereift als auch
über einen Zeitraum von 21 Tagen bei einer konstanten Temperatur von 7 ± 0,2 °C
gelagert.
5.2.2 Methoden
5.2.2.1 Verteilung der Listerien in der Wurstgrundmasse
Eine homogene Verteilung von Listeria monocytogenes nach Dotierung der
Rohwurstgrundmasse war für den weiteren Versuchsaufbau eine grundlegende
Vorraussetzung. Sollen für eine Dotierung niedrige Keimzahlen verwendet werden,
so besteht das Problem der homogenen Verteilung der Keime im Untersuchungsgut.
Der Wert einer Studie kann bei inhomogener Verteilung der Listerien beeinträchtigt
werden. Daher wurde in den Vorversuchen mittels zweier Einmischvarianten (V I,
V II) die Variante mit dem homogeneren Verteilungsmuster (V II) von Listeria monocytogenes
als Methode der Wahl für die Hauptversuche ausgewählt. Im Vergleich
zum Einmischen per Rührmaschine konnte mittels Untermengen von Hand eine
homogene Verteilung der Listerien-Suspension in der Rohwurstgrundmasse erreicht
werden. Weiterhin veränderte sich bei Untermengen mit der Rührmaschine die
Textur des Endproduktes erheblich, was auf die Erhöhung der Temperatur der
Wurstgrundmasse durch die Reibungswärme bei dem Rührvorgang zurückzuführen
war. Nachdem das Ausgangsmaterial aus dem Fleischwolf entnommen wurde,

Diskussion 115
betrug die Temperatur der Wurstmasse im Mittel 7,5 °C, nach Dotierung mit Listeria
monocytogenes und nach folgender Behandlung mit der elektrischen Rührmaschine
konnte eine Temperaturerhöhung auf 22 °C festgestellt werden. Im Vergleich dazu
führte die Einmischung der Bakteriensuspension durch Untermengen von Hand zu
einer Erhöhung der Temperatur um lediglich 2 °C und eine Veränderung der Textur
des Endproduktes konnte nicht festgestellt werden. Einmischvariante V II wurde aus
diesen Gründen für die weiteren Versuche zum Untermengen der Dotierungssuspension
gewählt. Als Testkeim wurde in den Vorversuchen für die Dotierung der
Wurstgrundmasse ein humanpathogener Referenzstamm Listeria monocytogenes
Serovar 1/2a (DSM 20600) eingesetzt. Damit war sichergestellt, dass durch die Wahl
eines nicht adaptierten Stammes der „worst case“ im Verteilungsmuster gegeben
war. In den späteren Hauptversuchen wurde ein Feldstamm von Listeria monocytogenes
zur Dotierung verwendet (s. Kapitel 5.2.1.2).
5.2.2.2 Kulturelle Nachweismethode
Die quantitative Bestimmung der mesophilen aeroben Gesamtkeimzahl (GKZ) sowie
die quantitative und qualitative Untersuchung der einzelnen Proben auf Listeria
monocytogenes wurde gemäß der Referenzmethode nach § 64 LFGB (L 06.00-18,
L 00.00-22, L 00.00-32) durchgeführt. Demnach dienen als selektive Nährböden der
OXFORD-Agar und der PALCAM-Agar (CURTIS et al. 1989). Durch diese Nährmedien
ist allerdings eine Unterscheidung zwischen apathogenen und pathogenen
Spezies des Genus Listeria allein nicht möglich (REISSBRODT 2004). Für eine
weitere Spezifizierung sind daher zusätzliche Untersuchungen nötig, die einen
erheblichen Mehraufwand sowohl zeitlich als auch finanziell bedeuten. Bei den
konventionellen Methoden liegt ein Ergebnis in vielen Fällen erst nach drei bis fünf
Tagen vor. Eine gute Möglichkeit bietet deshalb die Verwendung eines
Selektivmediums, welches in der Lage ist, eine direkte Unterscheidung zwischen
apathogenen und pathogenen Listeria-Spezies (GREENWOOD et al. 2005) zu
treffen und welches leicht abzulesen ist. Eine Identifizierung von Listeria mono-

116 Diskussion
cytogenes mit Hilfe von chromogenen Nährmedien ist bereits nach 24 Stunden
möglich (REISSBRODT 2004; GREENWOOD et al. 2005). In den letzten Jahren
wurden deshalb verschiedene Nährmedien entwickelt, die einen Nachweis der
pathogenen Spezies Listeria monocytogenes und Listeria ivanovii aufgrund des
typischen Enzymmusters im Vergleich zu den apathogenen Spezies erlauben. Auf
dem in diesen Untersuchungen verwendeten OCLA-Agar wachsen sowohl die apathogenen
als auch die pathogenen Stämme als türkise Kolonien, eine Unterscheidung
kann anhand des opaken Hofes, der durch die Aktivität der Phospholipase C
der pathogenen Stämme Listeria monocytogenes und Listeria ivanovii entsteht,
getroffen werden. Daher wurde in der hier vorliegenden Studie der OCLA-Agar für
die Identifizierung von Listeria monocytogenes verwendet. Der dabei eingesetzte
Feldstamm wurde als Listeria monocytogenes identifiziert und von einem
unabhängigen Labor als solches bestätigt (Biozentrum Würzburg). Weiterhin konnte
durch den qualitativen Nachweis auf Listeria monocytogenes in der Wurstgrundmasse
eine vorherige Kontamination mit Listeria ssp. ausgeschlossen werden, so
dass bei den auf dem Selektivmedium nachgewiesenen Kolonien mit Hofbildung von
Listeria monocytogenes ausgegangen werden konnte.
5.2.2.3 Physikalische Untersuchungen
5.2.2.3.1 pH- und aw-Wert-Messungen
Aufgrund der geringen Abtrocknung der „Frischen Mettwurst“ während der
Reifephase wird bei diesem Produkt eine Stabilisierung im mikrobiologischen Sinne
lediglich über den pH-Wert bzw. die aw-Wert-Absenkung erreicht (LEISTNER 1985).
Eine Absenkung des pH-Wertes kann also die Haltbarkeit dieses Produktes
verbessern (BUCKENHÜSKES u. GEHRING 2000). Durch die Verwendung von
Kohlendioxid (CO2) als Schutzgas kann durch die Löslichkeit des Gases in der
wässrigen Phase des Fleisches bzw. Fleischerzeugnisses eine leichte pH-Wert-

Diskussion 117
Absenkung erfolgen und so zu einer Säuerung des Produktes führen (FARBER
1990; DEVLIEGHERE et al. 2000). Im Rahmen der hier vorliegenden
Untersuchungen wurden deshalb an allen Untersuchungstagen pH- und aw-Wert-
Messungen zur Kontrolle durchgeführt.
5.2.2.3.2 Farbmessung
Eine ansprechende Farbe des Fleisches bzw. des Fleischerzeugnisses vermittelt
dem Verbraucher den Eindruck eines frischen Produktes mit Eigenschaften wie
Zartheit, Schmackhaftigkeit und Frische (FARBER 1990; ISSANCHOU 1996). Somit
ist die Farbe für den Verbraucher ein wichtiges, aber sehr subjektives Qualitätskriterium
für ein Produkt. Ein Farbmessgerät dagegen liefert numerische Daten auf
der Basis von internationalen Standards (FREUDENREICH u. SCHÜßLER 2001).
Um die Auswirkungen der unterschiedlichen Gase auf die Farbe des Produktes
„Frische Mettwurst“ objektiv betrachten zu können, wurde in der vorliegenden Studie
an allen Untersuchungstagen die Farbe mittels eines Spektrophotometers
gemessen.
5.2.2.4 Chemische Untersuchungen
Die chemische Bestimmung von Trockensubstanz, Asche, Gesamtfett, Eiweiß und
Hydroxyprolin wurde jeweils zu Beginn und zum Ende der Untersuchungen
durchgeführt, um eventuelle Effekte der Lagerung unter Schutzatmosphäre auf die
chemische Zusammensetzung des Produktes „Frische Mettwurst“ feststellen zu
können. Mittels Nitrit- und Nitratmessung und durch die Bestimmung der Umrötung
an allen Untersuchungstagen sollte festgestellt werden, ob sich die verschiedenen
Schutzgase auf diese Parameter auswirken. Bei der Herstellung von Rohwurst ist der
Nitritgehalt besonders zu Beginn der Reifung von Bedeutung (HECHELMANN 1985;
WEBER 1996). Nitritpökelsalz wird für die Umrötung und damit zur Stabilisierung der

118 Diskussion
Fleischfarbe eingesetzt, da ohne Pökelstoffe die Wurst nicht die erwünschte
pökelrote Farbe bekommt (CORETTI 1974).
5.3 Diskussion der Ergebnisse
5.3.1 Aerobe mesophile Gesamtkeimzahl
Die Bestimmung der aeroben mesophilen Gesamtkeimzahl wurde mittels Platten-
gussverfahren nach der Amtlichen Sammlung von Untersuchungsverfahren gemäß
§ 64 LFGB, L 06.00.18 durchgeführt. Als Nährmedium wurde dafür ein Standard-I-
Agar verwendet.
Insgesamt stieg die mesophile aerobe Gesamtkeimzahl (GKZ) in allen Chargen bis
zum Tag 16 statistisch signifikant an. Die Anfangskeimzahlen lagen bei Werten
zwischen lg 4,2 KbE/g und lg 5,61 KbE/g Wurstmasse. Am Ende des Unter-
suchungszeitraumes lagen die Keimzahlen bei allen Chargen bei Werten um
lg 7,0 KbE/g, in Charge C3 (60 Vol. % CO2/40 Vol. % N2) und Charge C4 (100 Vol. %
CO2/0 Vol. % N2) war der Anstieg bis zum Tag 21 sogar statistisch signifikant. Diese
hohen Keimzahlen in den aeroben mesophilen Keimzahlen decken sich mit Unter-
suchungen von KUSCHFELDT im Jahre 1980. Die Studie ergab aerobe mesophile
Keimzahlen von 10 3 KbE/g bis 10 9 KbE/g. Auch EL ALAMI (1997) konnte in einer
Studie bei frischen Mettwürsten aus dem Handel aerobe mesophile Gesamtkeimzahlen
zwischen 3,5 x 10 4 KbE/g und 1,1 x 10 9 KbE/g nachweisen. STANISLAWSKI
(2000) wies ebenfalls bei industriell hergestellten frischen Zwiebelmettwürsten
Gesamtkeimzahlen in Konzentrationen von 6,0 x 10 7 KbE/g bis 3,9 x 10 8 KbE/g nach.
In der hier vorliegenden Studie lagen die Keimzahlen bei allen Chargen in ähnlichen
Konzentrationen vor. Insgesamt konnten in dieser Studie niedrigere Werte gemessen
werden, am Ende des Untersuchungszeitraumes konnten noch immer aerobe
mesophile Keimzahlen von unter lg 7,0 KbE/g festgestellt werden. Lediglich Charge

Diskussion 119
C5 (100 Vol. % O2) unterschied sich im Wachstumsverlauf der aeroben mesophilen
Gesamtkeimzahl an den jeweiligen Untersuchungstagen statistisch signifikant von
den übrigen Chargen. Hier lagen am Ende des Untersuchungszeitraumes in der
Wurstmasse Keimzahlen von lg 7,6 KbE/ g vor. Diese Beobachtung lässt sich
dadurch erklären, dass Sauerstoff generell das Wachstum der aeroben Keimflora
fördert (FARBER 1990). Argon wird in neuester Zeit vermehrt als Füllgas bei der
MAP-Technologie verwendet, da es im Vergleich zu Stickstoff den Sauerstoff
effektiver aus der Verpackung verdrängen kann (SPENCER u. HUMPHREYS 2003).
In Charge C6 wurden 100 Vol. % Argon eingesetzt, um eine eventuelle direkte
Wirkung des Gases auf die aerobe Gesamtkeimzahl nachzuweisen. Die Ergebnisse
dieser Untersuchungen lassen den Schluss zu, dass Argon selbst keine Effekte auf
das Wachstum der aeroben Gesamtkeimzahl nimmt. Die aeroben Keime zeigten
einen kontinuierlichen Anstieg im Untersuchungszeitraum und unterschieden sich
nicht von den Keimzahlen der übrigen Chargen. In den Chargen C1 bis C4 war
zwischen den unterschiedlichen CO2-Konzentrationen (von 0 Vol. % bis 100 Vol. %)
an den jeweiligen Untersuchungstagen kein Unterschied im Wachstumsverhalten der
aeroben mesophilen Gesamtkeimzahl zu erkennen. In der Literatur finden sich viele
Beobachtungen, die diesen entgegenstehen. In diversen Untersuchungen konnte
eine keimhemmende Wirkung des Kohlendioxids, zumindest in höheren Dosen
nachgewiesen werden (CARLIN et al. 1996, ARASHISAR et al. 2004). CO2 als
Schutzgas hat demnach bei der Verpackung von „Frischer Mettwurst“ keine direkte
Wirkung auf das Wachstum der aeroben Mikroflora. Die Wachstumshemmung der
Mikroorganismen durch die modifizierte Atmosphäre hängt von der Konzentration
des gelösten CO2 ab (DEVLIEGHERE et al. 2000). Ein Erklärungsversuch ist daher,
dass das Kohlendioxid durch die feste Struktur der „Frischen Mettwurst“ nur die
Keime auf der Oberfläche der Wurst erreichen kann und nicht bis in die Tiefe
diffundiert. GILL (1988) zeigte, dass verschiedene Parameter wie Art des
Fettgewebes und auch der Fettgehalt eine Auswirkung auf die Löslichkeit des
Kohlendioxids im Fleischerzeugnis hat. Die Probennahme erfolgte in den
vorliegenden Untersuchungen nach Homogenisation der gesamten Wurstmasse im

120 Diskussion
Stomacher, so dass nicht zwischen Oberflächenkeimen und Keimen aus der Tiefe
unterschieden werden konnte.
5.3.2 Quantitativer Nachweis von Listeria monocytogenes
Der quantitative Nachweis über die Konzentration der Keimzahlen von Listeria
monocytogenes wurde ebenfalls mittels Plattengussverfahren nach der Amtlichen
Sammlung von Untersuchungsverfahren gemäß § 64 LFGB, L 00.00.22, durch-
geführt. Als Nährmedium diente hierbei ein Listeria-Selektiv-Agar (OCLA-Agar). In
der Amtlichen Sammlung von Untersuchungsverfahren werden als selektive
Nährböden der OXFORD-Agar und der PALCAM-Agar angegeben (CURTIS et al.
1989). Da diese aber eine Unterscheidung zwischen apathogenen und pathogenen
Spezies durch das Nährmedium allein nicht zulassen (REISSBRODT 2004), und da
für eine Abgrenzung der apathogenen von den pathogenen Spezies weitere
Untersuchungen nötig sind, wurde in den hier vorliegenden Untersuchungen das
Selektiv-Medium OCLA-Agar gewählt (s. Kapitel 5.2.2.2).
Bei den Ergebnissen über den quantitativen Nachweis von Listeria monocytogenes
der vorliegenden Arbeit ist auffällig, dass die Konzentrationen der Keimzahlen von
Listeria monocytogenes in den Chargen C5 (100 Vol. % O2) und C6 (100 Vol. % Ar)
im geometrischen Mittel insgesamt höher liegen als in den übrigen Chargen.
Ursächlich hierfür könnte sein, dass diese beiden Chargen in einem separaten
Versuchszeitraum hergestellt wurden. Für die Herstellung wurde zwar derselbe
Versuchsaufbau gewählt (s. Kapitel 3.3.2) wie auch für die anderen Chargen,
allerdings besteht die Möglichkeit, dass die Kultur der eingesetzten Mikroorganismen
aktiver war als die in den anderen Chargen verwendete. GOLDEN et al. (1988)
fanden heraus, dass Tiefgefrieren und Auftauen von Inokulaten zu Schäden der
Bakterien von bis zu 80 % führen kann. Aufgrund dieser unterschiedlichen Her-
stellungstage können hier auch nur die Wachstumsverläufe der einzelnen Chargen in
Bezug auf den Zeitverlauf diskutiert werden. Ein Vergleich der Chargen zueinander

Diskussion 121
ist demnach auch nur in den Chargen, die zum gleichen Zeitpunkt hergestellt
wurden, (C1 bis C4 bzw. C5 zu C6) möglich.
Die jeweiligen Wachstumskurven von Listeria monocytogenes (Feldstamm, Isolat 6)
über den gesamten Untersuchungszeitraum von 21 Tagen zeigten in den einzelnen
Chargen keine statistisch signifikanten Änderungen. Die Chargen C1 bis C4 wurden
in den vorliegenden Untersuchungen unter unterschiedlichen CO2-Konzentrationen
(von 0 Vol. % bis 100 Vol. %) verpackt, um die Auswirkungen des Gases unter defi-
nierten Bedingungen untersuchen zu können. Die Charge C1 (100 Vol. % N2) ist
dabei separat zu betrachten, da Stickstoff normalerweise nur in der Kombination mit
Kohlendioxid als Stützgas (s. Kapitel 2.2.2.2.) verwendet wird. GARCÍA DE
FERNANDO et al. (1995) beobachteten in ihrer Studie jedoch, dass modifizierte
Atmosphären mit 100 Vol. % Stickstoff das Wachstum von psychrotrophen Bakterien
wie Listeria monocytogenes unterstützten. Eine solche Beobachtung konnte in der
vorliegenden Untersuchung allerdings nicht betätigt werden. Über den Einfluss des
Kohlendioxids auf das Wachstum von Listeria monocytogenes sind in der Literatur
widersprüchliche Aussagen zu finden. HARRISON et al. (2000) konnten eine
Hemmung des Wachstums von Listeria monocytogenes in einem flüssigen Medium
feststellen; die Proben wurden bei niedrigen Temperaturen von 4 °C gelagert. Die
Autoren verglichen eine modifizierte Atmosphäre mit 30 Vol. % CO2/70 Vol. % N2 mit
einer aeroben Atmosphäre. Bei 4 °C konnte eine Erniedrigung der spezifischen
Wachstumsrate von μ = 0,03 x h -1 auf μ = 0,01 x h -1 beobachtet werden. Diese
Ergebnisse decken sich mit denen von GARCÍA DE FERNANDO et al. (1995). Auch
in dieser Studie wurde bei geringen Temperaturen eine wachstumshemmende
Eigenschaft des CO2 bei 40 Vol. % herausgestellt. Die Autoren untersuchten frisches
Fleisch unter Schutzatmosphäre verpackt. Dagegen stehen verschiedene
Untersuchungen, bei denen kein Effekt des Kohlendioxids nachgewiesen werden
konnte (GILL u. REICHEL 1989; WIMPFHEIMER et al. 1990). GILL und REICHEL
untersuchten kältetolerante Bakterien, unter anderem Listeria monocytogenes, in
Rindfleisch, verpackt unter CO2 angereicherter Atmosphäre. Bei 10 °C konnten sie
ein Wachstum der Keime beobachten. Auch WIMPFHEIMER et al. beobachteten

122 Diskussion
keinen Einfluss auf das Wachstum von Listeria monocytogenes bei Verpackung
unter anaeroben Verhältnissen mit 75 Vol. % CO2/25 Vol. % N2. In der hier
vorliegenden Arbeit wurden deshalb alle Proben bei 7 °C gelagert, um vergleichende
Aussagen treffen zu können. Die Ergebnisse dieser Untersuchungen zeigen in den
Chargen C2 bis C4 keine deutlichen Änderungen in den Konzentrationen der
Keimzahlen von Listeria monocytogenes (Feldstamm, Isolat 6) über den gesamten
Untersuchungsverlauf. Es waren leichte Schwankungen innerhalb der jeweiligen
Chargen zu beobachten, aber eine Aussage über eventuelle wachstumshemmende
Wirkungen des Kohlendioxids konnte in keiner der untersuchten Konzentrationen
(30 Vol. %, 60 Vol. % und 100 Vol. %) getroffen werden. In Charge C6 (100 Vol. %
Ar) konnten ähnliche Beobachtungen gemacht werden. Die Werte der Keimzahlen
lagen an Tag 4 bei lg 2,93 KbE/g und am Ende des Untersuchungszeitraumes bei lg
2,8 KbE/g. In dieser Charge konnte ein leichtes Absinken der Bakterienzahlen bis
zum Untersuchungstag 16 verzeichnet werden, insgesamt gesehen konnte aber
nicht von einer keimhemmenden Wirkung des Gases gesprochen werden, da keine
statistisch auffallenden Signifikanzen vorlagen und der Unterschied der Keimzahlen
nicht einmal eine halbe Logstufe betrug. In der Literatur sind keine Untersuchungen
über die Wirkung des Edelgases Argon auf Listeria monocytogenes zu finden. In den
hier untersuchten Chargen zeigte lediglich Charge C5 (100 Vol. % O2) statistisch
signifikante Änderungen in der Anzahl der Keime von Listeria monocytogenes
(Feldstamm, Isolat 6). Innerhalb dieser Charge C5 war ein deutlicher Rückgang der
Keimzahlen zu beobachten. Anfangs lagen die Werte für Listeria monocytogenes bei
lg 3,01 KbE/g im Mittelwert (MW). Bis zum Untersuchungstag 16 konnte ein
kontinuierliches Absinken der Bakterienzahlen auf Werte von lg 2,18 KbE/g
festgestellt werden, bis zum Untersuchungstag 21 wurde dann allerdings ein
erneuter signifikanter Anstieg der Keimzahlen auf Werte von lg 2,31 KbE/g
Wurstmasse verzeichnet. Unterstrichen wird dieser Abfall der Keimzahlen noch
dadurch, dass die Werte der Charge C5 an Tag 0 höher lagen als in Charge C6, im
weiteren Verlauf aber weit unter die Werte der Keimzahlen der Charge C6 sanken.
Der Wiederanstieg der Keimzahlen könnte mit dem Rückgang des Sauerstoffgehaltes
in der Verpackung zu erklären sein. Die Würste wurden an Tag 0 unter

Diskussion 123
100 Vol. % Sauerstoff verpackt, am Ende der Lagerungszeit waren nur noch 66,6
Vol. % O2 messbar. In der Literatur sind nur wenige Untersuchungen zur Wirkung
von Sauerstoff als Schutzgas in hohen Dosen auf das Wachstum von Listeria
monocytogenes zu finden. In einer Studie von GEYSEN et al. (2005) konnten die
Autoren selbst bei der Verwendung von hohen Dosen Sauerstoff keine
keimhemmenden Auswirkungen auf diese Bakterien feststellen. Ein Erklärungsver-
such dafür könnte sein, dass in diesen Untersuchungen eine konstante Konzen-
tration des Sauerstoffgehalts nicht gewährleistet werden konnte.
5.3.3 Physikalische Untersuchungen
5.3.3.1 pH- und aw-Werte
Die Bestimmung des pH-Wertes und des aw-Wertes erfolgte nach den Vorgaben der
Amtlichen Sammlung von Untersuchungsverfahren nach § 64 LFGB, L06.00-2. Die
Messung des pH- und aw-Wertes erfolgte während der gesamten Untersuchungszeit
an allen Tagen und in allen sechs Chargen, so dass repräsentative Ergebnisse
erlangt werden konnten.
Das Fleisch, das für die Herstellung von Rohwurst eingesetzt wird, hat üblicherweise
pH-Werte zwischen 5,4 und 5,8 (ALBERT et al. 2002), der pH-Wert des hier
eingesetzten Fleisches sowie auch die pH-Werte der untersuchten frischen
Mettwürste betrugen an allen Tagen bei allen Chargen im arithmetrischen Mittel 5,6.
Weiterhin konnten keine nennenswerten pH-Wert-Änderungen im Lagerungszeitraum
festgestellt werden. Diese Beobachtungen können damit erklärt werden, dass
bei der Zubereitung der „Frischen Mettwurst“ in der vorliegenden Arbeit auf die
Zugabe von Starterkulturen verzichtet wurde. Die normalerweise bei der Herstellung
zugegebenen Starterkulturen produzieren Milchsäure, stabilisieren dadurch die
Rohwurst und der pH-Wert wird abgesenkt (LEISTNER 1985; WEBER 1996). Diese
biochemischen Reaktionen haben in der vorliegenden Arbeit aufgrund der fehlenden

124 Diskussion
Starterkulturen nicht stattgefunden. MANTEL und BECK (1975) konnten bei pH-
Werten von 5,1 und 6,1 keine Korrelationen zum Wachstum der aeroben Gesamt-
keimzahl feststellen. Die Autoren beurteilten „Frische Mettwurst“ unter besonderer
Berücksichtigung des mikrobiologischen Status. Durch einen hohen pH-Wert kann
allerdings auch die Haltbarkeit des Produktes herabgesetzt sein, da die Absenkung
des pH-Wertes eine wichtige Hürde darstellt (BUCKENHÜSKES u. GEHRING 2000).
Es kann daher davon ausgegangen werden, dass der in diesen Ergebnissen
konstant bleibende pH-Wert sich weder positiv noch negativ auf das Wachstum von
Listeria monocytogenes ausgewirkt hat. Da Listerien gegenüber großen pH-Wert-
Schwankungen unempfindlich sind, kann selbst bei pH-Werten zwischen 4,4 und 9,4
eine Vermehrung beobachtet werden (HARRIS 2002; RKI 2003).
Der aw-Wert ermöglicht eine Aussage bezüglich der Verfügbarkeit des enthaltenen
ungebundenen Wassers des Untersuchungsgutes. Als Messgerät wurde ein
aw-Kryometer verwendet.
„Frische Mettwurst“ trocknet während der kurzen Reifungszeit nur geringgradig ab,
wodurch höhere aw-Werte resultieren (ALBERT et al. 2002). Diese dadurch bedingte
Feuchtigkeit unterstreicht den Frischecharakter der Mettwurst. Die Ergebnisse der
untersuchten Proben zeigen bei den aw-Werten in allen Chargen einen ähnlichen
Verlauf. Die Werte liegen anfangs im Mittel bei einem Wert von 0,975, blieben im
Verlauf der Untersuchungen bis zu Tag 12 ungefähr bei diesem Wert stabil und
stiegen in den letzten neun Tagen auf einen Wert von 0,982 an. Dieser Anstieg
korrelierte mit einem gleichzeitigen Anstieg in den Keimzahlen der aeroben
mesophilen Bakterienflora. Die Wasseraktivität kann Werte zwischen 0,0 und 1,0
annehmen. Die Wachstumsgeschwindigkeit von Mikroorganismen nimmt mit
fallendem aw-Wert ab. Werte im Bereich zwischen 0,98 und 1,0 bieten demnach
ideale Wachstumsbedingungen für Bakterien (KREYENSCHMIDT et al. 2003). In
einem Lebensmittel liegt immer ein Teil des Wassers als freies Wasser, der andere
als gebundenes Wasser vor (TERNES 1990). Eine mögliche Erklärung für die aw-
Wert-Erhöhung in der vorliegenden Studie ist, dass durch die über die Zeit
stattfindenden Umsetzungen und eine Interaktion der vorhandenen Keimflora mit der

Diskussion 125
„Frischen Mettwurst“, die Zellmembranen geschädigt und ansonsten gebundenes
Wasser freigesetzt werden könnte. Dadurch wird der aw-Wert erhöht, was wiederum
zu einem Anstieg des Wachstums der aeroben mesophilen Keimzahl führt.
DEVLIEGHIERE (2004) fand zusätzlich in seiner Studie heraus, dass hohe CO2-
Konzentrationen in der Atmosphäre einen höheren Tropfsaftverlust des Produktes
bedingen, was zumindest für die Chargen mit hohem Kohlendioxidanteil einen
Erklärungsversuch bietet. In Charge C6 (100 Vol. % Ar) konnte zu Beginn der
Untersuchungen ein höherer aw-Wert als in den übrigen Chargen gemessen werden,
an Untersuchungstag 4 lag der gemessene aw-Wert dieser Charge im Bereich der
anderen Chargen, so dass der hohe, zuerst gemessene aw-Wert vermutlich auf einen
Messfehler zurückzuführen ist. Es besteht die Möglichkeit, dass ein Restwassergehalt
im Messzylinder vorhanden war, der das Ergebnis dieser Messung verfälschte.
5.3.3.2 L*, a*, b* -Farbwerte
Die Farbmessung der Proben der „Frischen Mettwurst“ wurde nach der Methode der
Comission Internationale de l’Eclaire (CIE 1976) mittels eines Spektrophotometers
durchgeführt. Die subjektive Farbwahrnehmung des Menschen ist weder reproduzierbar
noch standardisierbar. Die Messung der L*, a*, b*-Werte bietet eine
Möglichkeit zur Objektivierung der Eindrücke des menschlichen Auges (FREUDEN-
REICH u. SCHÜßLER 2001). Apparative Farbmessungen gewinnen daher vermehrt
an Bedeutung (KLETTNER u. STIEBING 1980). Sie sollten in den vorliegenden
Untersuchungen objektive und reproduzierbare Vergleichswerte zur empfundenen
Farbe bilden. Die Messungen wurden als Fünffachmessung der Oberfläche der
„Frischen Mettwurst“ durchgeführt und es wurden sechs Proben je Charge an jedem
Tag untersucht. Die Einzelwerte zeigten eine gute Homogenität, so dass verlässliche
Daten für die L*, a*, b*-Werte ermittelt werden konnten.

126 Diskussion
5.3.3.2.1 Rotwert (a*-Wert)
Die Farbe von frischem Fleisch bzw. die eines Fleischproduktes wie „Frischer
Mettwurst“ ist für den Verbraucher der wesentliche Faktor zur Beurteilung von
Qualität und Frischegrad (MØLLER et al. 2002). Allgemein hängt die Fleischfarbe
des frischen Fleisches vom Sauerstoffgehalt der Umgebung ab (THIPPAREDDI u.
PHEBUS 2003), in diesem Fall also von dem in der MAP-Technologie verwendeten
Schutzgas. Bei einem umgeröteten Produkt wie „Frischer Mettwurst“ wird der rote
Farbeindruck durch die Bildung von Nitrosomyoglobin erzeugt. Der objektiv
messbare a*-Wert (Rotwert) wird durch verschiedene Faktoren wie dem
Zerkleinerungsgrad der Fleisch- und Fettpartikel und auch durch die Beleuchtung
beeinflusst. Bei der Herstellung von „Frischer Mettwurst“ wird Nitritpökelsalz
verwendet. Dadurch kommt es zur Umrötung der Skelettmuskulatur. In einem ersten
chemischen Prozess wird dabei das Deoxymyoglobin zu Metmyoglobin oxidiert und
die Wurstmasse verfärbt sich ins Braune. Nach Bindung des entstandenen
Stickoxids an die sechste Bindungsstelle des Eisenatoms in der prosthetischen
Gruppe des Myoglobins entsteht das stabile Pökelrot (LAWRIE 1979). Abbildung 23
zeigt die chemischen Reaktionen. In der vorliegenden Studie zeigten die Chargen C1
bis C4 und ebenfalls Charge C6 konstante Rotwerte in einem Plateaubereich bei
Werten zwischen sieben und zehn, die Messung der Farbwerte wurde ab
Untersuchungstag 4 nach einer Reifezeit von drei Tagen durchgeführt. Die hohen a*-
Werte sind darauf zurückzuführen, dass der Prozess der Umrötung in diesen
Chargen schon nach vier Tagen eingesetzt und die Rohwürste dieser Chargen eine
stabile Farbe angenommen hatten. Bei Charge C5 (100 Vol. % O2) allerdings
konnten nicht nur über den Gesamtverlauf statistisch signifikant (p ≤ 0,05) niedrigere
Rotwerte als in den übrigen Chargen gemessen werden, die Farbwerte für den
Rotwert fielen zudem kontinuierlich über den Untersuchungszeitraum von 21 Tagen
von anfangs fünf auf Werte um eins. Der subjektiv sichtbare Farbeindruck der
Rohwürste dieser Charge war über den gesamten Untersuchungszeitraum als braun
zu bezeichnen, lediglich im Inneren der einzelnen Produkte konnte eine leichte
Rotfärbung beobachtet werden. Diese Beobachtungen decken sich ebenfalls mit den

Diskussion 127
Ergebnissen der chemischen Untersuchung der Umrötung. Die Nachweismethode
nach Möhler (1966) beruht auf der Möglichkeit, die gebildeten Farbstoffe
photometrisch zu messen. Bei der Herstellung von Rohwurst spricht man von einer
Umrötung, wenn 50 % des Untersuchungsgutes umgerötet sind. Bis zum
Untersuchungstag 12 hat in allen Chargen außer in Charge C5 eine vollständige
Umrötung stattgefunden. In Charge C5 hingegen stieg die prozentuale Umrötung
vergleichsweise zu den anderen Chargen bis zum Untersuchungstag 4 an, fiel dann
aber bis zu Tag 8 wieder auf Werte um den Ursprungswert ab. Bei der Umrötung
entsteht im ersten Schritt Metmyoglobin (s. Abb. 23). Innerhalb der hier untersuchten
Charge C5 lag der Sauerstoff zu 100 Vol. % in der Schutzatmosphäre vor und der
Rohwurstmasse wurden bei der Herstellung keine Reduktionsmittel zugeführt, so
dass vorrangig Metmyoglobin vorlag, da das Gleichgewicht der Reaktion sich zu
diesem Produkt hin verschoben hatte. Dies kann auch der Grund dafür sein, dass im
Innern der „Frischen Mettwurst“, wo der Partialdruck des Sauerstoffs durch die
Textur der „Frischen Mettwurst“ bedingt niedriger ist, geringe Umrötungsprozesse zu
erkennen waren. Laut PRÄNDL et al. (1988) besteht außerdem ein zweiter möglicher
chemischer Weg zur Bildung von Nitrosomyoglobin. Danach bildet sich zuerst
Nitrosometmyoglobin, welches unter anaeroben Bedingungen zu dem stabilen
Nitrosomyoglobin ohne weitere Beteiligung von Enzymen reduziert wird, während es
unter aeroben Bedingungen zu Metmyoglobin oxidiert wird. Diese Abläufe können für
das Ausbleiben der Umrötung in den vorliegenden Versuchen ursächlich sein. Bei
bereits umgeröteten Produkten kann durch hohen Sauerstoffpartialdruck bei
gleichzeitigem Lichteinfall eine Photooxidation des bereits entstandenen Nitrosomyoglobins
stattfinden. Eine Studie von MØLLER et al. (2005) zeigte dabei keine
direkte Abhängigkeit zur Wellenlänge des einfallenden Lichtes. Sichtbares Licht kann
demnach für eine Photooxidation des Nitrosomyoglobins genauso ursächlich sein
wie UV-Licht. Da in der vorliegenden Studie die „Frische Mettwurst“ aber direkt am
Herstellungstag, also vor der Umrötung verpackt wurde, kann dieser Prozess nicht
als Erklärungsversuch herangezogen werden.

128 Diskussion
Oxymyoglobin
Fe 2+
(satt-rot)
Oxidation
+ O2
Metmyoglobin
Fe 3+
(braun)
Reduktion
Reduktionsmittel
Nitrosomyoglobin
Fe 2+
(hellrot)
Abb. 23: Schematische Darstellung der biochemischen Abläufe bei der Umrötung
von Fleisch, Bildung des stabilen Pökelfarbstoffs Nitrosomyoglobin
5.3.3.2.2 Gelbwert (b*-Wert)
Der b*-Wert repräsentiert nach der CIE-Methode den Gelbwert. Dieser wird in der
Literatur selten dargestellt. Bei genauer Betrachtung der Ergebnisse der hier vor-
liegenden Studie fällt auf, dass die b*-Werte der unterschiedlichen Rohwurstchargen
alle in einem Plateaubereich mit Werten von etwa sieben bis zehn liegen. Lediglich in
Charge C5 (100 Vol. % O2) war ein Anstieg zwischen den Anfangswerten von acht
(MW) und den Endwerten (zehn) zu beobachten. Diese Beobachtung liegt in
Übereinstimmung mit den Ergebnissen der a*-Werte. Der b*-Wert steigt in gleicher
Weise wie der a*-Wert dieser Charge sinkt. Das bedeutet, die Braunfärbung der
„Frischen Mettwurst“ geht mit einer Erniedrigung des a*-Wertes bei gleichzeitiger
Erhöhung des b*-Wertes einher.
5.3.3.2.3 Farbhelligkeit (L*-Wert)
Die absoluten L*-Werte aus den hier vorgestellten Untersuchungen lagen in einem
Bereich zwischen 48 und 55. Diese gemessenen L*-Werte decken sich mit den in
verschiedenen Veröffentlichungen präsentierten Messdaten. Nach FELDHUSEN et
al. (1987) entspricht der Bereich mit Werten um 50 für die Farbhelligkeit der von 24
Stunden gereiftem Schweinefleisch. Ähnliche L*-Werte findet man auch bei
KLETTNER und TROEGER (2000). Die Autoren haben in ihrer Studie Rohwürste mit
unterschiedlichen Nitritkonzentrationen hergestellt. Nach einer Studie von ZANARDI
et al. (1999) steht die Höhe des L*-Wertes in direktem Zusammenhang mit dem

Diskussion 129
pH-Wert. Da auch die in diesen Untersuchungen gemessenen pH-Werte im ganzen
Zeitraum gleichmäßig waren, ist dies eine mögliche Erklärung für die gleichmäßigen
Ergebnisse der L*-Wert-Messungen.
5.3.3.2.4 Farbänderungswerte
Das menschliche Auge nimmt bei der Betrachtung eines Produktes wie „Frischer
Mettwurst“ immer einen Gesamteindruck von Helligkeit und Farbe wahr. Nach
Studien von HOUBEN et al. (1998) kann die Gesamtfarbänderung für einen
bestimmten Lagerungszeitraum ermittelt werden. Dabei muss für das menschliche
Auge mindestens eine Farbänderung ein Δ-Wert von 1 vorliegen.
Bei den untersuchten Proben in der vorliegenden Arbeit konnte festgestellt werden,
dass sich, wie auch schon bei den Ergebnissen der Messung der a*- und b*-Werte,
die Charge C5 (100 Vol. % O2) von den übrigen unterschied. Im Lagerungsverlauf
von 21 Tagen lagen hier Farbänderungswerte sowohl in der Gesamtfarbwerten als
auch in den Rot-, Gelb- und Helligkeitswerten (a*-, b*- und L*-Werte) im sensorisch
wahrnehmbaren Bereich. Dieses Ergebnis unterstreicht die in dieser Studie subjektiv
getroffenen Beobachtungen. Die frischen Mettwürste der Charge C5 hatten über den
gesamten Untersuchungszeitraum eine braune Farbe, die von einem Verbraucher
als nicht ansprechend eingestuft wird.
5.3.3.3 Zusammensetzung der Atmosphären
Für die hier durchgeführten Versuche wurde die Verpackung unter Schutzatmosphäre
gewählt, da diese Technologie in den letzten 20 Jahren an Bedeutung
zugenommen hat (DEVLIEGHERE et al. 2000) und heutzutage für viele Lebensmittel
verwendet wird. Für die Qualitätserhaltung der Lebensmittel kann neben der Kühlung
die Verpackung als das wichtigste Verfahren angesehen werden. Als wichtiges
Kriterium steht dabei in erster Linie der Schutz vor Einflüssen der Umge-

130 Diskussion
bungsatmosphäre im Vordergrund (PAULUS 1996). In den vorliegenden Untersuchungen
wurde „Frische Mettwurst“ in sechs Chargen unter verschiedenen
Schutzatmosphären verpackt (s. Tabelle 11, Kapitel 3.3.2.1). Die Wahl der
Schutzgase und deren Abstufungen in den einzelnen Chargen wurden bereits in
Kapitel 5.2.1.4 diskutiert. In diesem Kapitel soll nun die Veränderung der
Zusammensetzung der eingesetzten Atmosphären im Vordergrund stehen, da dies
für einen reproduzierbaren Versuchsablauf eine unabdingbare Voraussetzung ist. In
den Chargen C2 bis C4 (unterschiedliche Abstufungen von CO2 und N2) konnte im
Verlauf des Untersuchungszeitraumes eine prozentuale Abnahme des Kohlendioxids
mit einer gleichzeitigen Zunahme des errechneten Stickstoff-Anteils und eine
Zunahme des Sauerstoffs beobachtet werden. Der Verlust des Kohlendioxids kann
auf die Durchlässigkeitsrate der verwendeten Folie zurückzuführen sein. Im
Vergleich zu den Gasen Sauerstoff und Stickstoff, ist die Durchlässigkeit der hier
verwendeten Folie für Kohlendioxid mit 20 cm³/m 2 .d.bar weit höher als für die
anderen Gase (s. Tabelle 7 Kapitel 3.1.3). Aufgrund des niedrigen Gasdruckes in der
Umgebungsluft, deren Kohlendioxidgehalt 0,03 bis 0,04 Vol. % beträgt, sind die
Gase innerhalb der Verpackung bestrebt, aus dieser heraus zu diffundieren
(ANONYM 2006), was zusätzlich den Verlust des Kohlendioxids begünstigt. Bei
Stickstoff verhält es sich genau anders herum, der hohe Anteil (78 Vol. %) der
Normalatmosphäre bedingt ein starkes Diffusionsgefälle von außen in die
Verpackung hinein. Dies kann den Anstieg des Stickstoffs in den verschiedenen
Chargen erklären, besonders deutlich ist dieser Anstieg in Charge C4 zu
beobachten, da in dieser Charge 0 Vol. % N2 eingesetzt wurden, aber an Untersuchungstag
21 ein Volumen von 9,3 Vol. % N2 gemessen werden konnten. Der
Anstieg des Sauerstoffs ist möglicherweise auch durch ein Diffusiongefälle von
außen nach innen zu erläutern, da in keiner dieser Chargen Sauerstoff eingesetzt
wurde, und in der Umgebungsluft etwa 21 Vol. % O2 vorhanden ist. Möglich ist
zusätzlich noch, dass durch das Produkt, welches ja aus zerkleinertem Fleisch
besteht, eine geringe Menge des Sauerstoffs in die Verpackung mit eingebracht
wurde. Ein dritter Erklärungsversuch liegt in einer unzureichenden Spülung der MAP-
Schale mit dem jeweiligen Schutzgas im Rahmen der Verpackung.

Diskussion 131
In den untersuchten Chargen, in denen kein Kohlendioxid als Schutzgas eingesetzt
wurde, sondern zu 100 Vol. % Stickstoff in Charge C1, Sauerstoff in Charge C5 und
Argon in Charge C6 verhielten sich die Verhältnisse in den Anteilen der Schutzgase
anders. Aus allen diffundiert das eingesetzte Gas heraus, was ebenfalls auf ein
Diffusionsgefälle zur Umgebungsluft zurückzuführen ist. Ebenso verhält es sich mit
den CO2-Werten. Da kein CO2 bei der Verpackung eingesetzt wurde, liegt ein
Diffusionsgefälle von der Normalatmosphäre in die MAP-Schale vor. Zwar ist der
Gehalt der Umgebungsluft an CO2 sehr gering, aber da die Folie für CO2 eine hohe
Durchlässigkeit besitzt, bietet dies eine Erklärungsmöglichkeit. Es könnte aber auch,
wie bereits oben besprochen, an einer unzureichenden Spülung der Verpackung
liegen. Diese Tatsachen nehmen aber keinen direkten Einfluss auf die Vergleich-
barkeit der einzelnen Chargen, da in allen Chargen die gleichen Verpackungsmaterialien
verwendet wurden.
5.3.4 Chemische Untersuchungen
Im Rahmen der chemischen Vollanalyse wurden die Parameter Gesamtfett,
Gesamteiweiß, Hydroxyprolin, Wasser und Asche am Herstellungstag (Tag 0) und
am letzten Untersuchungstag (Tag 21) untersucht. Aus der Tabelle 12 in Kapitel
4.3.1. geht hervor, dass die Art der Verpackung und die Wahl der unterschiedlichen
Atmosphären keinen direkten Einfluss auf die chemische Zusammensetzung des
Produktes „Frische Mettwurst“ genommen hat. Auch die Gesamtnitrit- und –nitratkonzentrationen
zeigen keine Unterschiede in den verschiedenen Chargen.
5.3.4.1 Umrötung
Für die Beurteilung der Umrötungsvorgänge in der Wurst diente die Ermittlung der
Nitrit- und Pigmentkonzentration. Die Ergebnisse der Umrötung aus den
vorliegenden Untersuchungen wurden bereits im Rahmen der Ergebnisse über die

132 Diskussion
Messungen der Rotwerte (a*-Werte) der unterschiedlichen Chargen diskutiert
(s. Kapitel 5.3.3.2.1).
5.4 Anforderungen an eine effektive MAP-Technologie
Die MAP-Technologie ist in den letzten Jahren vermehrt als Verpackungstechnologie
für diverse Produkte zum Einsatz gekommen. Diese Art der Verpackung bietet eine
Schutzfunktion vor atmosphärischen Einflüssen (PAULUS 1996) und gegenüber der
Verpackung ohne Gasatmosphäre sind einige Vorteile für die Qualitätserhaltung von
Lebensmitteln zu nennen (s. Tabelle 4, Kapitel 2.2.1). Modifizierte Atmosphären Verpackung
bedeutet, dass nach Entzug der vorhandenen Atmosphäre eine definierte
„neue“ Atmosphäre in die Verpackung eingebracht wird (SMITH et al. 1990). Bei der
MAP-Technologie besteht insbesondere die Möglichkeit, für das jeweilige Produkt
eine optimale Gasatmosphäre in einer spezifischen Verpackung zu gewährleisten
(DEVLIEGHERE et al. 2004). So sollen durch die Wahl eines geeigneten Schutzgases
Verderbniserreger gehemmt und somit die Qualität verbessert werden. Bei
Verwendung von höheren Konzentrationen von CO2 als Schutzgas ist eine
Hemmung des Wachstums der aeroben Mikroflora nachzuweisen (CARLIN et al.
1996; ARASHISAR et al. 2004). Daher könnte durch die Wahl der für ein bestimmtes
Produkt „besten“ Atmosphäre die aerobe mesophile Gesamtkeimzahl innerhalb der
Lagerungsdauer möglichst gering gehalten werden, was zu einer Verlängerung des
Mindesthaltbarkeitsdatums führen kann. Bei einer effektiven MAP-Technologie sollte
weiterhin bei einer sensorischen Untersuchung der verpackten Ware kein negativer
Einfluss der Atmosphäre auf das Produkt erkennbar sein. Dazu gehört, dass die
Farbe produktspezifisch sein sollte; in Bezug auf das in der vorliegenden Studie
untersuchte Produkt „Frische Mettwurst“ bedeutet dies, dass die gewählte Schutzatmosphäre
optimale Bedingungen bieten muss, damit die chemischen Prozesse der
Umrötung stattfinden können und das Produkt eine ansprechende rote Farbe behält.
Besonders schwierig allerdings ist, dass durch die Verlängerung der Haltbarkeit für
viele pathogene Keime die Möglichkeit besteht, sich zu vermehren, ohne dass das

Diskussion 133
Produkt Merkmale von Verderbnis aufweist, da die Anzahl der aeroben Keime als
Indikator anzusehen ist. Besonderes Augenmerk muss dabei auf die psychrotrophen
Bakterien wie Listeria monocytogenes gelegt werden, da diese in der Lage sind,
auch unter Kühltemperaturen zu wachsen (FARBER 1990). Eine effektive MAP-
Technologie sollte demnach in Bezug auf pathogene Keime möglichst die
Reduktionsrate der Bakterien erhöhen.
5.5 Alternative Technologien in Kombination mit der MAP-Technologie
Da durch die Wahl der Schutzgase allein kein hemmender Effekt auf Keime wie
Listeria monocytogenes nachzuweisen ist, müssen alternative Technologien mit der
MAP-Technologie kombiniert werden, um eine möglichst hohe Schutzfunktion der
Verpackung gewährleisten zu können. Dazu ist wichtig, möglichst viele Hürden
aufzubauen, da mittlerweile bekannt ist, dass viele Faktoren, wie beispielsweise
Temperatur, pH-Wert, aw-Wert oder die Begleitflora sowie deren Interaktionen in
einem Lebensmittel große Schutzfaktoren für die mikrobiologische Stabilität der
Produkte darstellen (LEISTNER 2000). Die Absenkung des pH-Wertes ist eine
wichtige Hürde, mit der eine bessere Haltbarkeit der Produkte zu erreichen ist
(BUCKENHÜSKES u. GEHRING 2000). In gereiften Rohwürsten z. B. sollte der pH-
Wert niedrig genug sein, um eventuell vorhandene pathogene Bakterien zu hemmen,
gleichzeitig aber darf der pH-Wert nicht so niedrig sein, dass der Geschmack der
Wurst nachteilig beeinflusst wird. Die Senkung des pH-Wertes kann durch den
Einsatz von Starterkulturen erreicht werden, und durch eine geeignete Fermentationsflora
kann die unerwünschte Begleitflora (pathogene Keime, Verderbnisflora)
gehemmt werden (JÖCKEL u. KLARE 2000). Auch die Lagerungstemperatur nimmt
großen Einfluss auf die Vermehrung der vorhandenen Keimflora. Da die meisten
potentiell krankmachenden Keime mesophile Bakterien sind, ist eine Kühllagerung
der Produkte von großer Bedeutung, ebenso wie die Einhaltung der Kühlkette. Einen
optimalen Schutz bietet der Einsatz verschiedener Hürden, die einen synergistischen
Effekt haben. So kann die Kombination von Hürden bei der Herstellung, wie der

134 Diskussion
Einsatz von Starterkulturen in Kombination mit einer modifizierten Atmosphäre und
späterer Kühllagerung, möglicherweise einen hohen Schutz für die Qualität des
Produktes bieten. Die Störung der Homöostase der Mikroorganismen ist das
Schlüsselphänomen beim Schutz der Lebensmittel (LEISTNER 2000).

Schlussfolgerung 135
6. Schlussfolgerung
Die Untersuchungen in der hier vorliegenden Arbeit sind durchgeführt worden, um
eine mögliche Auswirkung verschiedener modifizierter Atmosphären auf das Wachs-
tumsverhalten und die Vermehrung von Listeria monocytogenes heraus zu stellen.
Grundlage für die Untersuchung des Wachstumsverhaltens von Listeria monocy-
togenes unter modifizierten Atmosphären ist die Einstufung des Produktes „Frische
Mettwurst“ durch das BgVV in die Kategorie II als verzehrsfertiges Lebensmittel, das
mit Listeria monocytogenes kontaminiert sein kann und eine Vermehrung dieser
Keimart in dem Lebensmittel zulässt. Die Einstufung deckt sich nicht mit den hier
durchgeführten Untersuchungen.
Die Ergebnisse dieser Arbeit zeigen, dass die in diesen Versuchen eingesetzten
modifizierten Atmosphären einen wachstumshemmenden Einfluss auf Listeria mono-
cytogenes ausüben. In den Chargen C1 bis C4, in denen die Schutzatmosphäre aus
Kohlendioxid (CO2) und Stickstoff (N2) in verschiedenen Konzentrationsverhältnissen
variiert wurde, konnte bei keinem Mischungsverhältnis ein darüber hinausgehender
statistisch signifikanter (p ≤ 0,05) Reduzierungseffekt auf das Keimwachstum nach-
gewiesen werden. Daher besteht die Möglichkeit, dass das Produkt „Frische
Mettwurst“ in Kategorie III nach EU VO 2073/2005 eingeordnet werden könnte statt
in Kategorie II, in die sie laut EU und BgVV eingestuft ist.
Die Ergebnisse der Charge mit 100 Vol. % Argon (C6) als Schutzatmosphäre zeigen
eine ähnliche Wirkung auf das Wachstum von Listeria monocytogenes wie unter den
verschiedenen Mischungsverhältnissen der Gase CO2 und N2. Die Keimzahlen
bewegen sich über den gesamten Untersuchungszeitraum innerhalb eines Plateaus
von lg 2,78 KbE/g und lg 2,93 KbE/g Wurstmasse.

136 Schlussfolgerung
Bei Verpackung der „Frischen Mettwurst“ unter 100 Vol. % Sauerstoff (C5) kann
sogar eine Abnahme der Keimzahlen von Listeria monocytogenes beobachtet
werden (von lg 2,66 auf 2,31 KbE/g). Allerdings ist in dieser Charge ein erhöhter
Anstieg der aeroben mesophilen Keimzahl (von lg 5,58 KbE/g auf 7,6 KbE/g
Wurstmasse) zu verzeichnen, so dass dies der Lagerfähigkeit entgegensteht. Außer-
dem findet unter dieser Atmosphäre unter den hier gewählten Produktions-
bedingungen keine Umrötung der „Frischen Mettwurst“ statt, so dass das Produkt
nicht mehr als „Frische Mettwurst“ (2.212.3) im Sinne der Leitsätze für Fleisch und
Fleischerzeugnisse angesehen werden kann.
Weiterhin entspricht eine bräunliche Farbe nicht der Verbrauchererwartung an dieses
Produkt, denn das Aussehen eines Fleischerzeugnisses ist das für den Verbraucher
beim Kauf offensichtlichste Kriterium für die Bewertung der Qualität. Das für die hier
vorliegenden Untersuchungen hergestellte Produkt „Frische Mettwurst“ könnte
demnach so nicht uneingeschränkt vermarktet werden.
Die Wahl von hochdosiertem Sauerstoff bietet nach diesen Ergebnissen zwar die
Möglichkeit, die Keimzahlen von Listeria monocytogenes zu senken, vor einer
Vermarktung sind aber zusätzliche Technologien zu bewerten, wie beispielsweise
der Einsatz von Radikalfängern.
Die Kombination verschiedener Hürden mit einem synergistischen Effekt könnte eine
Möglichkeit zur technologischen Kontrolle von Listeria monocytogenes bieten. In der
vorliegenden Arbeit wurde auf die Verwendung von Starterkulturen verzichtet, um die
direkte Wirkung der Schutzgase besser beurteilen zu können. Da aber bei der
Herstellung von „Frischer Mettwurst“ heutzutage üblicherweise Starterkulturen verwendet
werden, sollte in weiteren Untersuchungen der Einsatz dieser Kulturen in
Kombination mit der MAP-Technologie und einer Kühllagerung bei niedrigeren
Temperaturen von beispielsweise 2 °C auf eine wachstumshemmende Wirkung von
Listeria monocytogenes untersucht werden. Der geforderte Beurteilungswert von
1,0 x 10 2 KbE/g Listeria monocytogenes (BgVV) sollte dabei Berücksichtigung finden.

Zusammenfassung 137
7. Zusammenfassung
Stephanie Karin Josupeit
Die technologische Kontrolle mittels modified atmosphere packaging und der
Nachweis von Listeria monocytogenes in kurzgereiften Rohwürsten
Das Ziel der vorliegenden Arbeit war es, in Modellversuchen den Einfluss von
unterschiedlichen modifizierten Atmosphären auf das Wachstum von Listeria mono-
cytogenes bei der Verpackung von kurzgereifter Rohwurst am Beispiel „Frische
Mettwurst“ zu untersuchen. Dabei stand besonders die Wirkung der verschiedenen
Schutzatmosphären auf das Wachstum und die Vermehrung von Listeria monocytogenes
im Vordergrund.
Dazu wurde eine Rohwurstgrundmasse (GF: 14 %, BEFFE: 19 %) hergestellt und
unter kontrollierten Bedingungen mit 10 3 KbE/g Listeria monocytogenes (Feldstamm,
Isolat 6) inokuliert. Die Methode zur homogenen Verteilung wurde dafür in mehreren
Vorversuchen mit einem Referenzstamm (DSM 20600) ermittelt. Die Verpackung der
Rohwürste erfolgte mit einer Schalenversiegelungsanlage in sechs verschiedenen
Chargen (Produkt/Gasvolumenverhältnis 1:1,6), vier mit unterschiedlichen Konzentrationen
der Schutzgase CO2 und N2 (C1: 100 Vol. %N2, C2: 30 Vol. % CO2/70
Vol. %N2, C3: 60 Vol. % CO2/40 Vol. % N2, C4: 100 Vol. % CO2), eine Charge wurde
unter 100 Vol. % Sauerstoff (O2) (C5) und eine unter 100 Vol. % Argon (C6)
verpackt. Innerhalb eines Untersuchungszeitraumes von 21 Tagen wurden im
Abstand von jeweils vier Tagen sechs Rohwürste je Charge (n=6) mikrobiologisch
untersucht. Dabei wurden Listeria monocytogenes und die mesophile aerobe
Gesamtkeimzahl quantitativ nachgewiesen. Die Bestimmung der Gesamtkeimzahl
erfolgte auf Plate-Count-Agar im Plattengussverfahren. Als selektives Nährmedium
diente OCLA-Agar für den Nachweis von Listeria monocytogenes im Spatelverfahren.
Weiterhin wurden eine chemische Vollanalyse (GE, GF, Hydroxiprolin,
BEFFE, Umrötung) und physikalische Untersuchungen wie pH-, aw-Wert- und

138 Zusammenfassung
Farbmessungen (L*-,a*-,b*-Farbwerte) durchgeführt und die Zusammensetzung der
Schutzgase in den Atmosphären (Vol. %) gemessen. Insgesamt wurden 180 Proben
untersucht. Die statistische Auswertung der Unterschiede in den Keimzahlen bei der
Verwendung von unterschiedlichen Schutzgasen erfolgte mittels des Statistik-
Programmpakets „SAS (Statistical-Analysis-System)“.
Die Ergebnisse zeigten, dass bei dem Produkt „Frische Mettwurst“ die verschiedenen
Abstufungen der eingesetzten Schutzgase CO2 und N2 einen hemmenden Einfluss
auf das Wachstumsverhalten von Listeria monocytogenes haben. In den Chargen, in
denen Kohlendioxid (CO2) und Stickstoff (N2) in verschiedenen Abstufungen als
Schutzatmosphäre verwendet wurde, konnte bei keiner Konzentrationszusammensetzung
ein darüber hinausgehender Reduzierungseffekt nachgewiesen werden. Bei
Verpackung unter 100 Vol. % O2 konnte dagegen ein wachstumshemmender
Einfluss auf Listeria monocytogenes beobachtet werden (von lg 3,01 auf lg 2,31
KbE/g Wurstmasse), allerdings war hier die aerobe mesophile Gesamtkeimzahl
statistisch signifikant (p ≤ 0,05) höher als in den übrigen Chargen und das Produkt
war nicht umgerötet (< 10 %), sondern behielt über den gesamten Untersuchungszeitraum
eine braune Farbe. Bei 100 Vol. % Argon, eingesetzt als Schutzgas,
bewegten sich die Listerien-Keimzahlen auf einem Plateaus (von lg 2,78 auf lg 2,96
KbE/g Wurstmasse).
Die Untersuchungen zeigten, dass eine Verpackung von frischer Mettwurst unter den
hier eingesetzten modifizierten Atmosphären im Hinblick auf das Wachstumsverhalten
von Listeria monocytogenes eine Möglichkeit zur Kontrolle dieser Keime
insbesondere hinsichtlich der Vermehrung bietet. Demnach könnte eine Einordnung
des Produktes „Frische Mettwurst“ statt in Kategorie II in die Kategorie III der EU VO
2073/2005 gerechtfertigt werden. Eine Reduzierung von Listeria monocytogenes
erfordert weitere technologische Hürden. Da in der hier vorliegenden Arbeit bei der
Herstellung der „Frischen Mettwurst“ auf Starterkulturen verzichtet wurde, sollte in
weiteren Untersuchungen der Einfluss der Atmosphären in Kombination mit
Starterkulturen untersucht werden.

Summary 139
8. Summary
Stephanie Karin Josupeit
Technological control using modified atmosphere packaging and the detection of
Listeria monocytogenes in short ripened fermented sausages.
The aim of this study was to determine the influence of different modified
atmospheres on the growth of Listeria monocytogenes in short ripened sausages.
In the model tests the basic meat mix (total fat content: 14 %, meat protein without
connecting tissue protein: 19 %) was inoculated with 10 3 cfu Listeria monocytogenes
(fieldstrain isolate 6) per gram. The process of inoculating the sausage ground mass
was done under controlled conditions (temperature, laboratory conditions etc.).The
procedure to spread homogeneously the Listeria monocytogenes inoculated bouillon
in the basic meat mix was determined in additional precedent experiments using the
reference strain DSM 20600. Following the inoculation the raw sausages were
packaged in six modified atmospheres (proportion from product to volume of gas was
1:1,6). Four variations used graduations of carbon dioxide (CO2) and nitrogen (N2)
(C1: 100 Vol. %N2, C2: 30 Vol. % CO2/70 Vol. %N2, C3: 60 Vol. % CO2/40 Vol. % N2,
C4: 100 Vol. % CO2), in one further variation 100 Vol. % oxygen (O2) (C5) was
inserted into the package and in the final one 100 Vol. % argon (Ar) (C6) was used.
During the time of storage (21 days) analyses were performed in intervals of four
days. On each day six raw sausages of each category (n = 6) were investigated
microbiologically. The parameters in these quantitative analyses were Listeria monocytogenes
and the total aerobic plate count. The determination of the aerobic plate
count was done by using the pouring technique on plate-count-agar. For the determination
of the genera Listeria monocytogenes the spreading technique on the selective
culture medium OCLA-Agar was used. Additionally chemical analyses (total
protein, total fat, hydroxy proline, meat protein without connecting tissue protein,

140 Summary
amount of oxymyoglobin to nitrosylmyoglobin), physical parameters as pH and the
wateractivity as well as the colour of the meat product (L*-, a*-, b*-values) and the
composition of the atmospheres (Vol.%) were determined. Altogether 180 samples
were investigated. The statistical evaluation of the differences in the amount of
detected bacteria between the atmosphere variations was processed by using of the
computer programme „SAS“ (statistical analysis system).
The results of the analyses showed, that the use of all tested variations of CO2 and
N2 in the MAP-technology inhibited the growth of Listeria monocytogenes in packa-
ged fresh ripened fermented sausage. However, none of the investigated combina-
tions of the CO2:N2 concentrations resulted in a reduction of Listeria monocytogenes.
When using an atmosphere of 100 Vol. % oxygen a decrease of Listeria
monocytogenes could be determined (from lg 3,01 to 2,31 cfu/g). Compared to the
use of the other atmopheres the aerobic plate count increased statistically significant
(p ≤ 0,05). Besides, under 100 Vol. % oxygen less than 10 % of the myoglobin was
transferred into nitrosylmyoglobin. After inserting 100 Vol. % of argon into the
package the number of Listeria monocytogenes stopped at a plateau of approximately
lg 2.78 to lg 2.96 cfu/g.
It can be concluded that using modified atmosphere packaging for a produkt like
fresh ripened fermented sausage can control Listeria monocytogenes, namely the
multiplication of the bacteria. According to this the classification of the product
“Frische Mettwurst” into category III instead of category II according to the EU VO
2073/2005 is justified. To obtain a decrease of Listeria monocytogenes more
technological hurdles in the product or packaging are necessary. Alternatively it is
possible to control Listeria monocytogenes by using modified atmosphere packaging
in combination with starter cultures typically used in manufacturing fresh ripened
fermented sausage. An additional study to investigate this is recommanded.

Literaturverzeichnis 141
9. Literaturverzeichnis
ALBERT, T., W. RÖDEL, H. HECHELMANN u. M. GAREIS (2002):
Untersuchungen über Listeria monocytogenes und die mikrobiologische Stabilität von
streichfähiger Rohwurst.
Mitteilungsblatt BAFF, 41 (156), 101-110
ANONYM (1999):
Opinion of the scientific Committee on veterinary measures relating to public health
on Listeria monocytogenes, 1-13
ANONYM (2003):
MAP-Verpackungen: ein Drittel nicht optimal.
Fachmagazin für Verpackungstechnik und -design
Internet: www.ofi.co.at
ANONYM (2005):
Listeriose.
Bundesamt für Veterinärwesen (BVET), Bern
ANONYM (2006):
Haltbarkeit von Chilled Food im Fokus.
Internet: www.dlg.org
ARASHISAR, S., O. HISAR, M. KAYA u. T. YANIK (2004):
Effects of modified atmosphere and vacuum packaging on microbiological and
chemical properties of rainbow trout (Oncorynchus mykiss) fillets.
Int. J. Food Microbiol., 97 (2), 209-214
AURELI, P., G. C. FIORUCCI, D. CAROLI, G. MARCHIARO, O. NOVARA,
L. LEONE u. S. SALMASO (2000):
An outbreak of febrile gastroenteritis associated with corn contaminated by Listeria
monocytogenes.
N. Engl. J. Med., 342 (17), 1236-1241
AVID (1994):
Listeria monocytogenes.
Arbeitskreis Veterinärmedizinische Infektionsdiagnostik der Deutschen
Veterinärmedizinischen Gesellschaft (AVID), 1-11

142 Literaturverzeichnis
BAHK, J. u. E. H. MARTH (1990):
Listeriosis and Listeria monocytogenes
IN: Dean O. Cliver (Hrsg.), Foodborne Diseases.
Academic Press, INC., 18, 248-257
BAUMGART, J. (1997):
Mikrobiologische Untersuchungen von Lebensmitteln, Kapitel II.4
(Behr's Verlag, Hamburg)
BECKER, B., U. SCHILLINGER u. W. H. HOLZAPFEL (2002):
Mikrobiologische Qualität und Listerien-Kontamination von vakkumverpacktem
Räucherlachs.
Archiv für Lebensmittelhygiene, 53, 4-7
BELL, C. u. A. KYRIAKIS (2005):
Taxonomy of Listeria monocytogenes
IN: LISTERIA, A practical approuch to the organism and its control in foods.
Blackwell publishing, Kapitel 1, Seite 3
BGVV (1997):
Hygienische Qualität frischer, streichfähiger Mettwürste oft mangelhaft.
Pressemitteilung 13/97
BGVV (2000):
Empfehlungen zum Nachweis und zur Bewertung von Listeria monocytogenes in
Lebensmitteln im Rahmen der amtlichen Lebensmittelüberwachung.
Internet: www.bgvv.de
BGVV (2001):
Stichwort Codex Alimentarius IN: Pressedienst BgVV.
Internet: www.bfr.bund.de, 1-2
BIRZELE, B., S. DJORDJEVIC u. J. KRÄMER (2005):
A study of the role of different nitrite concentrations on human pathogenic bacteria in
fresh spreadable ham and onion sausage.
Food Control, 16, 695-699

Literaturverzeichnis 143
BOERLIN, P. u. J. C. PIFFARETTI (1991):
Typing of human, animal, food, and environmental isolates of Listeria
monocytogenes by multilocus enzyme electrophoresis.
Appl. Environ. Microbiol., 57 (6), 1624-1629
BREUER, J. u. O. PRÄNDL (1988):
Nachweis von Listerien und deren Vorkommen in Hackfleisch und Mettwürsten in
Österreich.
Archiv für Lebensmittelhygiene, 39, 28-30
BUCKENHÜSKES, H. J. u. U. GEHRING (2000):
Aktuelle Aspekte der Herstellung frischer Mettwürste.
Fleischwirtschaft, 80, 123-128
BUCKENHÜSKES, H. J. u. A. FISCHER (2001):
Herstellung von frischer Mettwurst.
Fleischwirtschaft, 81 (3), 92-99
BUROW, H., A. WEBER u. J. POTEL (1996):
Nachweis von Listerien in Kotproben von landwirtschaftlichen Nutztieren und in vom
Tier stammenden Lebensmitteln.
Fleischwirtschaft, 76 (7), 745-748
BÜRGER, B. (2004):
Listeriose.
Internet: www.netdoctor.de/krankheiten
CARLIN, F., C. NGUYEN-THE, D. S. ABREU u. C. COCHET (1996):
Effects of carbon dioxide on the fate of Listeria monocytogenes, of aerobic bacteria
and on the development of spoilage in minimally processed fresh endive.
Int. J. Food Microbiol., 32 (1-2), 159-172
CHURCH, I. J. u. A. L. PARSONS (1995):
Modified Atmosphere Packaging Technology: A Review.
J. Sci. Food Agric., 67, 143-152

144 Literaturverzeichnis
CLAIRE, B., J. P. SMITH, W. EL-KHOURY, B. CAYOUETTE, M. NGADI, B.
BLACHFIELD u. J. W. AUSTIN (2004):
Challenge studies with Listeria monocytogenes and proteolytic Clostridium botulinum
in hard-boiled eggs packaged under modified atmospheres.
Food Microbiology, 21, 131-141
CORETTI, K. (1974):
Rohwurst heute: Herstellung und Lagerung.
Fleischwirtschaft, 54, 170-176
CURTIS, G. D. W., R. G. MITCHELL, A. F. KING u. EMMA J. (1989):
A selective differential medium for the isolation of Listeria monocytogenes.
Lett. Appl. Microbiol., 8, 95-98
DALTON, C. B., C. C. AUSTIN, J. SOBEL, P. S. HAYES, W. F. BIBB, L. M.
GRAVES, B. SWAMINATHAN, M. E. PROCTOR u. P. M. GRIFFIN (1997):
An outbreak of gastroenteritis and fever due to Listeria monocytogenes in milk.
N. Engl. J. Med., 336 (2), 100-105
DEVLIEGHERE, F., L. JACXSENS u. J. DEBEVERE (2000):
Modified atmosphere packaging: state of art
Internet: www.ifis.co.uk/MAParticle2.pdf
DEVLIEGHERE, F., L. VERMEIREN u. J. DEBEVERE (2004):
New preservation technologies: Possibilities and limitations.
Int. Dairy Journal, 14, 273-285
DOGANAY, M. (2003):
Listeriosis: clinical presentation.
FEMS Immunol. Med. Microbiol., 35, 173-175
DYKES, G. A. (2003):
Influence of the adaptation of Listeria monocytogenes populations to structured or
homogeneous habitats on subsequent growth on chilled processed meat.
Int. J. Food Microbiol., 85 (3), 301-306
EL ALAMI, B. (1997):
Kriterien zur Bestimmung des Reifezustandes von Frischer Mettwurst unter
besonderer Berücksichtigung der Impedanzmessung.
Dissertation, Freie Universität Berlin

Literaturverzeichnis 145
ENFORS, S.-O., G. MOLIN u. A. TERNSTRÖM (1979):
Effect of packaging in carbon dioxide, nitrogen or air on the microbial flora of pork
stored at 4 °C.
J. Appl. Bacteriol., 47, 197-208
FARBER, J. M. (1990):
Microbiological Aspects of Modified-Atmosphere Packaging Technology - A Review.
J. Food Prot., 54 (1), 58-70
FARBER, J. M. u. P. I. PETERKIN (1991):
Listeria monocytogenes, a food-borne pathogen.
Microbiol. Rev., 55 (3), 476-511
FELDHUSEN, F., D. NEUMANNFUHRMANN, O. HÄGER u. S. WENZEL (1987):
Measuring of meat colour for determination of meat quality with the color meter
Minolta CR-100.
Züchtungskunde, 59 (2), 146-157
FREUDENREICH, P. u. G. SCHÜßLER (2001):
Bestimmung und Interpretation von Farbe mit verschiedenen Farbmesssystemen.
Internet: www.bfa-fleisch.de, 23-26
GAILLARD, J.-L., P. BERCHE, J. MOUNIER, S. RICHARD u. P. SANSONETTI
(1987):
In Vitro Model of Penetration and Intracellular Growth of Listeria monocytogenes in
the Human Enterocyte-Like Caco-2.
Infection and Immunity, 55 (11), 2822-2829
GARCÍA DER FERNANDO, G. D., G. J. E. NYCHAS, M. W. PECK u. J. A.
ORDÓNEZ (1995):
Growth/ survival of psychrotrophic pathogens on meat packaged under modified
atmosphere.
Int. J. Food Microbiol., 28, 221-231
GEYSEN, S., B. E. VERLINDEN, A. H. GEERAERD, J. F. VAN IMPE, C. W.
MICHIELS u. B. M. NICOLAI (2005):
Predictive modelling and validation of Listeria innocua growth at superatmospheric
oxygen and carbon dioxide concentrations.
Int. J. Food Microbiol., 105, 333-345

146 Literaturverzeichnis
GILL, C. O. (1988):
The Solulbility of Carbon Dioxide in Meat.
Meat Science, 22, 65-71
GILL, C. O. u. M. P. REICHEL (1989):
Growth of the cold-tolerant pathogens Yersinia enterocolotica, Aeromonas hydrophila
and Listeria monocytogenes on high-pH beef packaged under vacuum or carbon
dioxide.
Food Microbiology, 6 (4), 223-230
GOLDEN, D. A., L. R. BEUCHAT u. R. E. BRACKETT (1988):
Inactivation and injury of Listeria monocytogenes as affected by heating and freezing.
Food Microbiology, 5 (1), 17-23
GRAY, M. L. u. A. H. KILLINGER (1966):
Listeria monocytogenes and listeric infections.
Bacteriol. Rev., 30 (2), 309-382
GREENWOOD, M., C. WILLIS, P. DOSWELL, G. ALLEN u. K. PATHAK (2005):
Evaluation of chromogenic media for the detection of Listeria species in food.
J. Appl. Microbiol., 99 (6), 1340-1345
HARRIS, L. J. (2002):
Listeria monocytogenes IN: Cliver, P. O. and Reimann (Hrsg.), Foodborne Diseases
Sec.Edition.
Academic Press, INC., 10, 137-150
HARRISON, W. A., A. C. PETERS u. L. M. FIELDING (2000):
Growth of Listeria monocytogenes and Yersinia enterocolitica colonies under
modified atmospheres at 4 and 8 degrees C using a model food system.
J. Appl. Microbiol., 88 (1), 38-43
HARTUNG, M. (2004):
Listeriose-Erkrankungen des Menschen IN: Bericht über die epidemiologische
Situation der für 2003
HECHELMANN, H. (1985):
Mikrobiologische Kriterien für stabile Produkte IN: Sichere Produkte bei Fleisch und -
erzeugnissen.
Kulmbacher Reihe, Band 10, 74-75

Literaturverzeichnis 147
HOF, H. (1999):
Listeriose - Was Ärzte über Infektionsrisiken und Erkrankung wissen sollten.
Bundesgesundheitsblatt, 42, 558-561
HOF, H. (2003):
History and epidemiology of listeriosis.
FEMS Immunol. Med. Microbiol., 35 (3), 199-202
HOUBEN, J. H., G. EIKELENBOOM u. A. H. HOVING-BOKLINK (1998):
Effect of the dietary supplementation with vitamin E on colour stability and lipid
oxidation in packaged, minced pork.
Meat Science, 48 (3-4), 265-273
ISSANCHOU, S. (1996):
Consumers expectations and Perceptations of Meat and Meat Product Quality.
Meat Science, 43, 5-19
JÖCKEL, J. u. H.-J. KLARE (2000):
Hygienische und rechtliche Anforderungen an kurz gereifte Rohwürste, insbesondere
Zwiebelmettwurst.
Fleischwirtschaft, 80, 84-87
KARCHES, H. u. P. TEUFEL (1988):
Listeria monocytogenes - Vorkommen in Hackfleisch und Verhalten in frischer
Zwiebelmettwurst.
Fleischwirtschaft, 68 (11), 1388-1392
KLETTNER, P. G. u. A. STIEBING (1980):
Beitrag zur Bestimmung der Farbe bei Fleisch und Fleischerzeugnissen,
I. Einführung in die Grundlagen der Farbmessung.
Fleischwirtschaft, 60, 1970-1976
KLETTNER, P. G. u. K. TROEGER (2000):
Technologie der Herstellung von Roh- und Brühwurst mit vermindertem Nitritzusatz.
Fleischwirtschaft, 5, 82-85
KOSEKI, S. u. K. ITOH (2002):
Effect of nitrogen gas packaging on the quality and microbial growth of fresh-cut
vegetables under low temperatures.
J. Food Prot., 65 (2), 326-332

148 Literaturverzeichnis
KRÄMER, K.-H. u. J. BAUMGART (1992):
Brühwurstaufschnitt - Hemmung von Listeria monocytogenes durch eine modifizierte
Atmosphäre.
Fleischwirtschaft, 72, 666-668
KREYENSCHMIDT, J., N. PETERS, B. PETERSEN u. B. KUNZ (2003):
Weiterentwicklung von Methoden zur Überprüfung der Einhaltung der Kühlkette bei
frischen Lebensmitteln IN: Forschungsbericht 107, 1-68.
Rheinische Friedrich-Wilhelms-Universität Bonn,
Landwirtschaftliche Fakultät
KULEASAN, H. u. M. L. CAKMAKCI (2002):
Effect of reuterin produced by Lactobacillus reuteri on the surface of sausages to
inhibit the growth of Listeria monocytogenes and Salmonella spp.
Nahrung, 46 (6), 408-410
KUSCHFELDT, D. (1980):
Vorkommen und Bedeutung von Staphylokokken in streichfähigen Rohwürsten.
Fleischwirtschaft, 60, 2045-2048
LAMBERT, A. D., J. P. SMITH u. K. L. DODDS (1991):
Shelf life extension and microbiological safety of fresh meat - a review.
Food Microbiology, 8, 267-297
LAWRIE, R. A. (1979)
The Quantity and Chemical Nature of Myoglobin
IN: Meat Science (3te Auflage).
Pergammon Press, 301-307
LECLERCQ, A. (2003):
Atypicyl colonial morphology and low recoveries of Listeria monocytogenes strains
on Oxford, PALCAM, Rapid'L.Mono and ALOAsolid media.
Journal of Microbiological Methods, 57, 251-258
LEISTNER, L. (1985):
Empfehlungen für sichere Produkte IN: Mikrobiologie und Qualität für Rohwurst und
Rohschinken Institut für Mikrobiologie, Toxikologie und Histologie der Bundesanstalt
für Fleischforschung, Kulmbach.
Kulmbacher Reihe, 5, 1-29

Literaturverzeichnis 149
LEISTNER, L. (2000):
Basic aspects of food preservation by hurdle technology.
Int. J. Food Microbiol., 55 (1-3), 181-186
LIN, C. M., K. TAKEUCHI, L. ZHANG, C. B. DOHM, J. D. MEYER, P. A. HALL u. M.
P. DOYLE (2006):
Cross-contamination between processing equipment and deli meats by Listeria
monocytogenes.
J. Food Prot., 69 (1), 71-79
MANTEL, T. u. G. BECK (1975):
Zur Beurteilung von frischer Mettwurst unter besonderer Berücksichtigung des
mikrobiologischen Status.
Archiv für Lebensmittelhygiene, 26, 161-163
MANU-TAWIAH, W., D. J. MYERS, D. G. OLSON u. R. A. MOLINS (1993):
Survival and Growth of Listeria monocytogenes and Yersinia enterocolitica in Pork
Chops packaged under Modified Gas Atmospheres.
Journal of Food Science, 58 (3), 475-479
MARGET, W. u. H. P. R. SEELIGER (1988):
Listeria monocytogenes Infections - Therapeutic Possibilities and Problems.
Infection, 16 (2), 175-177
MARTINÉZ, L., D. DJENANE, I. CILLA, J. A. BELTRÁN u. P. RONCALÉS (2005):
Effect of different concentrations of cabon dioxide and low concentration of carbon
monoxide on shelf-life of fresh pork sausages packaged in modified atmosphere.
Meat Science, 71, 563-570
McLAUCHLIN, J. (1996):
The relationship between Listeria and listeriosis.
Food Control, 7 (4-5), 187-193
McLAUCHLIN, J., R. T. MITCHELL, W. J. SMERDON u. K. JEWELL (2004):
Listeria monocytogenes and listeriosis: a review of hazard characterisation for use in
microbiological risk assessment of foods.
Int. J. Food Microbiol., 92 (1), 15-33

150 Literaturverzeichnis
MENGONI, G. B. u. P. M. APRAIZ (2003):
[Monitoring of a HACCP (Hazard Analysis Critical Control Point) plan for Listeria
monocytogenes control].
Rev. Argent Microbiol., 35 (4), 224-227
MØLLER, J. K. S., G. BERTELSEN u. L. H. SKIBSTED (2002):
Photooxidation of nitrosylmyoglobin at low oxygen pressure.Quantum yields and
reaction stoechiometries.
Meat Science, 60, 421-425
MØLLER, J. K. S., L. NANNERUP u. L. H. SKIBSTED (2005):
Effect carbon dioxide on autoxidation and photooxidation of nitrosylmyoglobin.
Meat Science, 69, 71-78
NERBRINK, E., E. BORCH, H. BLOM u. T. NESBAKKEN (1999):
A model based on absorbance data on the growth rate of Listeria monocytogenes
and including the effects of pH, NaCl, Na-lactate and Na-acetate.
Int. J. Food Microbiol., 47 (1-2), 99-109
NOWAK, B., K. SAMMET, G. KLEIN u. T. v. MÜFFLING (2005):
Trends in the production and storage of fresh meat - the holistic approach to
bacteriological meat quality.
Int. J. Food Science Technol., 41, 303-310
OZARI, R. (1991):
Untersuchungen zur Wirkung von Starterkulturen des Handels auf das Wachstum
von Listeria monocytogenes in frischen Mettwürsten.
Fleischwirtschaft, 71 (12), 1452-1454
PAULUS, K. (1996):
Lebensmittelverpackung IN: Rudolf Heiss (Hrsg.) Lebensmitteltechnologie
Biotechnologische, chemische, mechanische und thermische Verfahren der
Lebensmittelverarbeitung, 5.Auflage, Springer Verlag, Berlin
PRÄNDL, O., A. FISCHER, SCHMIDHOFER u. H.-J. SINELL (1988):
Grundlagen der Haltbarmachung IN: Fleisch Technologie und Hygiene der
Gewinnung und Verarbeitung.
Eugen Ulmer GmbH & Co, Stuttgart, 338-342

Literaturverzeichnis 151
REISSBRODT, R. (2004):
New chromogenic plating media for detection and enumeration of pathogenic Listeria
spp.--an overview.
Int. J. Food Microbiol., 95 (1), 1-9
RKI (2003):
Ratgeber Infektionskrankheiten - Merkblätter für Ärzte
IN: Epidemiologisches Jahrbuch meldepflichtiger Erkrankungen für 2002.
Robert-Koch-Institut, Berlin, 1-6
RKI (2006):
Aktuelle Statistik meldepflichtiger Infektionskrankheiten
IN: Epidemiologisches Bulletin 4/2006
ROEMMELE, O. u. VAN DER WALL (1964):
Ist "frische Mettwurst" verkehrsfähig?
Fleischwirtschaft, 44, 1226-1231
SALVAT, G. u. P. FRAVALO (2004):
Risk assessment strategies for Europe: integrated safety strategy or final product
control: Example of Listeria monocytogenes in processed products from pork meat
industry.
Dtsch. Tierarztl. Wochenschr., 111 (8), 331-334
SCHMIDT, U., H. P. R. SEELIGER, E. GLENN, B. LANGER u. L. LEISTNER (1988):
Listerienfunde in rohen Fleischerzeugnissen.
Fleischwirtschaft, 68 (10), 1313-1316
SEELIGER; H. P.R. u. D. JONES (1986):
Genus Listeria – Pirie 1940, 383 AL
IN: P. H. A. SNEATH, N.S.Mair, M.E. SHARPE u. J. G. HOLT (Hrsg.): Bergey’s
manual of systematic bacteriology.
Williams & Wilkins, Baltimore, S. 1235-1245
SELBITZ, H.-J. (2002):
Bakterielle Krankheiten der Tiere
IN: Mayr, Anton (Hrsg.) Medizinische Mikrobiologie, Infektions- und Seuchenlehre,
537-540

152 Literaturverzeichnis
SIEMS, H. u. H.-J. SINELL (1974):
Beiträge zur Bakteriologie der frischen Mettwurst.
Fleischwirtschaft, 54, 1789-1796
SINELL, H.-J. u. R. LEVETZOW (1966):
Untersuchungen zur Haltbarkeit von "frischer Mettwurst".
Fleischwirtschaft, 46, 123-127
SINELL, H.-J. (1985):
Mikrobiologische Normen in Lebensmitteln aus hygienischer Sicht.
Fleischwirtschaft, 65, 672-677
SKOVGAARD, N. (1992):
Microbiological aspects and technological need: technological needs for nitrates and
nitrites.
Food Addit. Contam., 9 (5), 391-397
SMITH, J., H. RAMASWAMY u. B. SIMPSON (1990):
Developments in food packaging technology. Part 2: Storage aspects.
Food Science technology (Nov.), 111-118
SPENCER, K. C. u. D. J. HUMPHREYS (2003):
Argon packaging and processing preserves and enhaced flavor, freshness and shelf
life of foods IN:FRESHNESS AND SHELF LIFE OF FOODS.
ACS Symposium series, 836, 270-291
STANISLAWSKI, D. (2000):
Anforderungen an kurz gereifte Rohwürste, insbesondere Zwiebelmettwürste.
Fleischwirtschaft, 80, 104-106
SZABO, E. A. u. M. E. CAHILL (1998):
The combined affects of modified atmosphere, temperature, nisin and ALTA 2341 on
the growth of Listeria monocytogenes.
Int. J. Food Microbiol., 43 (1-2), 21-31
TERNES, W. (1990):
Gleichgewichtsfeuchte (aw-Wert) und Formen der Bindung des Wassers
IN: Waldemar Ternes (Hrsg.) Naturwissenschaftliche Grundlagen der
Lebensmittelzubereitung, 24-26

Literaturverzeichnis 153
THÉVENOT, D., A. DERNBURG u. C. VERNOZY-ROZAND (2006):
An updated review of Listeria monocytogenes in the pork meat industrie and its
products.
J. Appl. Microbiol., 101, 7-17
THIPPAREDDI, H. u. R. K. PHEBUS (2006):
Modified atmosphere packaging (MAP): Microbial Control and Quality. Pork Fact
Sheet. National Pork Board and American Meat Science Association
TRÜSSEL, M. (1989):
[The occurrence of Listeria in the production of processed meat, salami and
mettwurst].
Schweiz. Arch. Tierheilkd., 131 (7), 409-421
VAN NETTEN, P., I. PERALES, M. A. VAN DE, G. D. CURTIS u. D. A. MOSSEL
(1989):
Liquid and solid selective differential media for the detection and enumeration of L.
monocytogenes and other Listeria spp.
Int. J. Food Microbiol., 8 (4), 299-316
WEBER, H. (1996):
Mikrobiologie der Rohwurst IN: G. Müller + H. Weber (Hrsg.),
Mikrobiologie der Lebensmittel, Grundlagen.
Behr's Verlag, Hamburg, 313-393
WIEDMANN, M., J. CZAJKA, N. BSAT, M. BODIS, M. C. SMITH, T. J. DIVERS u. C.
A. BATT (1994):
Diagnosis and epidemiological association of Listeria monocytogenes strains in two
outbreaks of listerial encephalitis in small ruminants.
J. Clin. Microbiol., 32 (4), 991-996
WILD, D. (2003):
Krebs durch Konsum nitritgepökelter Fleischerzeugnisse.
Mitteilungsblatt BAFF, 42 (162), 361-367
WIMPFHEIMER, L., N. S. ALTMAN u. J. H. HOTCHKISS (1990):
Growth of Listeria monocytogenes Scott A, serotype 4 and competitive spoilage
organisms in raw chicken packaged under modified atmospheres and in air.
Int. J. Food Microbiol., 11 (3-4), 205-214

154 Literaturverzeichnis
YOUNG, L. L., R. D. REVIERE u. A. B. COLE (1988):
Fresh red meats: a place to apply modified atmospheres.
Food Technology, 42 (9), 65-69
ZANARDI, E., E. NOVELLI, G. P. GHIRETTI, V. DORIGONI u. R. CHIZZOLINI
(1999):
Colour stability and vitamin E content of fresh and processed pork.
Food Chem., 67 (2), 163-171

Literaturverzeichnis 155
Gesetze und Normen:
Amtliche Sammlung von Untersuchungsverfahren; Bekanntmachungen nach §64
Lebensmittel- und Futtermittelgesetzbuch (LFGB), neugefasst durch Bek. vom
26.04.2006
Deutsches Lebensmittelbuch (LmB) (2003):
Leitsätze für Fleisch und Fleischerzeugnisse, in der Fassung der Bekanntmachung
vom 23.01.2003
Verordnung über Hackfleisch, Schabefleisch und anderes zerkleinertes rohes Fleisch
(Hackfleisch-Verordnung – HFlV), in der Fassung vom 18.05.06
Fleischhygienegesetz (FlHG), in der Fassung vom 30.Juni 2003 (BGBl. I S. 1243)
Verordnung über die hygienischen Anforderungen und amtlichen Untersuchungen
beim Verkehr mit Fleisch (Fleischhygieneverordnung – FlHV), in der Fassung vom
29. Juni 2001 (BGBl. I S.1367)
Verordnung (EG) Nr. 853/20 4 des Europäischen Parlaments und des Rates vom 29.
April 2004 mit spezifischen Hygienevorschriften für Lebensmittel tierischen
Ursprungs
Verordnung (EG) Nr. 2073/2005 der Kommission vom 15. November 2005 über
mikrobiologische Kriterien für Lebensmittel (ABl. Nr. L 338 vom 22.12.2005 S. 1)
Verordnung über die Zulassung von Zusatzstoffen von Lebensmitteln zu
technologischen Zwecken (Zusatzstoff-Zulassungsverordnung – ZzulV), zuletzt
geändert am 22.02.2006 (BGBl. I S. 231)
Verordnung über Anforderungen an Zusatzstoffe und an das Inverkehrbringen von
Zusatzstoffen für technologische Zwecke (Zusatzstoff-Verkehrs-Verordnung –
ZverkV), zuletzt geändert am 22.02.2006 (BGBl. I S. 444)

156 Anhang
10. Anhang
10.1. Tabellenanhang
10.1.1. Ergebnisse der Versuchsreihen zur Dotierung der Wurstgrundmasse
Tab. 13: Anzahl der nachgewiesenen Listerien (Serovar 1/2a, DSM 20600)
(lg KbE/g) in sechs Proben (PN 1-6), gezogen an verschiedenen Lokalisationen der
Wurstgrundmasse der beiden Einmischvarianten (V I, V II) nach Dotierung mit
1,0 x 10 4 KbE/g Wurstmasse und einer Adaptationszeit für die Bakterien (30 min)
PN 1 PN 2 PN 3 PN 4 PN 5 PN 6
Inokulat Technologie Listeria monocytogenes in lg KbE/g
10 4 KbE/g V I: Rührmaschine 2,51 2,56 2,96 2,89 3,77 3,72
10 4 KbE/g V II: per Hand 2,91 2,81 2,70 2,40 2,93 2,61
Tab. 14: Anzahl der nachgewiesenen Listerien (Serovar 1/2a, DSM 20600)
(lg KbE/g) in sechs Proben (PN 1-6), gezogen an verschiedenen Lokalisationen
mittels der Einmischvariante V II nach Dotierung mit 1,0 x 10 3 und 1,0 x 10 4 KbE/g
Wurstmasse und einer Adaptationszeit für die Bakterien (30 min)
PN 1 PN 2 PN 3 PN 4 PN 5 PN 6
Inokulat Technologie Listeria monocytogenes in lg KbE/g
10 3 KbE/g V II: per Hand 2,58 2,61 2,52 2,55 2,74 2,64
10 4 KbE/g V II: per Hand 3,72 3,53 3,74 3,70 3,60 3,77

Anhang 157
10.1.2. Ergebnisse der Versuchsreihen zur Ermittlung des Absorptions-
Konzentrations-Verhältnisses
Die Gesamtkeimzahl (KbE/g) der unverdünnten Listerien-Bouillon wurde mittels
Auszählverfahren zweier Verdünnungsstufen im Plattengussverfahren bestimmt und
die Konzentrationen der verdünnten Bouillon daraufhin rechnerisch ermittelt.
Versuch 1:
Gesamtkeimzahlbestimmung der unverdünnten Bouillon:
ausgezählt: 10 -7 : 1548; 10 -8 : 222
berechnet: 1,61 x 10 10
Tab. 15: Ermittelte Absorptions-Konzentrations-Wertepaare der ersten Versuchsreihe
Verhältnis Bouillon:BHI Absorption Listerienkonzentration
(gemessen) (KbE pro ml)
unverdünnt: 10:00 0,327 1,61 x 10 10
Verdünnt 09:01 0,306 1,44 x 10 10
08:02 0,262 1,29 x 10 10
07:03 0,242 1,13 x 10 10
06:04 0,204 9,66 x 10 9
05:05 0,168 8,05 x 10 9
04:06 0,136 6,44 x 10 9
03:07 0,103 4,83 x 10 9
02:08 0,077 3,22 x 10 9
01:09 0,044 1,61 x 10 9
00:10 0,000 0 x 10 9
(ermittelt)
(errechnet)
(errechnet)
(errechnet)
(errechnet)
(errechnet)
(errechnet)
(errechnet)
(errechnet)
(errechnet)
(errechnet)

158 Anhang
Versuch 2:
Gesamtkeimzahlbestimmung der unverdünnten Bouillon:
ausgezählt: 10 -8 : 53; 10 -9 : 11
berechnet: 5,73 x 10 9
Tab. 16: Ermittelte Absorptions-Konzentrations-Wertepaare der zweiten Versuchsreihe
Verhältnis Bouillon:BHI Absorption Listerienkonzentration
(gemessen) (KbE pro ml)
unverdünnt: 10:00 0,346 5,73 x 10 9
Verdünnt 09:01 0,312 5,16 x 10 9
08:02 0,289 4,58 x 10 9
07:03 0,258 4,01 x 10 9
06:04 0,223 3,44 x 10 9
05:05 0,196 2,87 x 10 9
04:06 0,159 2,29 x 10 9
03:07 0,129 1,72 x 10 9
02:08 0,100 1,15 x 10 9
01:09 0,061 5,73 x 10 8
00:10 0,000 0 x 10 8
(ermittelt)
(errechnet)
(errechnet)
(errechnet)
(errechnet)
(errechnet)
(errechnet)
(errechnet)
(errechnet)
(errechnet)
(errechnet)

Anhang 159
Versuch 3:
Gesamtkeimzahlbestimmung der unverdünnten Bouillon:
ausgezählt: 10 -7 : 328; 10 -8 : 32
berechnet: 3,27 x 10 9
Tab. 17: Ermittelte Absorptions-Konzentrations-Wertepaare der dritten Versuchsreihe
Verhältnis Bouillon:BHI Absorption Listerienkonzentration
(gemessen) (KbE pro ml)
unverdünnt: 10:00 0,329 3,27 x 10 9
Verdünnt 09:01 0,300 2,94 x 10 9
08:02 0,274 2,62 x 10 9
07:03 0,241 2,29 x 10 9
06:04 0,209 1,96 x 10 9
05:05 0,175 1,64 x 10 9
04:06 0,134 1,31 x 10 9
03:07 0,117 9,81 x 10 8
02:08 0,083 6,54 x 10 8
01:09 0,061 3,27 x 10 8
00:10 0,000 0 x 10 8
(ermittelt)
(errechnet)
(errechnet)
(errechnet)
(errechnet)
(errechnet)
(errechnet)
(errechnet)
(errechnet)
(errechnet)
(errechnet)

160 Anhang
10.1.3. Ergebnisse Versuchsreihen der Einmischung des Feldstammes
Tab. 18: Anzahl der nachgewiesenen Listerien (Feldstamm, Isolat 6) (lg KbE/g) in je
drei Proben (PN 1-3) der verschiedenen Chargen, gezogen an verschiedenen
Lokalisationen der Wurstgrundmasse mittels Einmischvariante V II nach Dotierung
mit 1,0 x 10 3 KbE/g Wurstmasse und einer Adaptationszeit für die Bakterien (30 min)
PN 1 PN 2 PN 3 MW
Inokulat Charge Listeria monocytogenes in lg KbE/g
10 3 KbE/g 0 Vol % CO2 2,13 2,28 2,37 2,26
10 3 KbE/g 30 Vol % CO2 2,35 2,30 2,13 2,26
10 3 KbE/g 60 Vol % CO2 2,19 2,15 2,16 2,17
10 3 KbE/g 100 Vol % CO2 2,06 2,07 2,07 2,07
10 3 KbE/g 100 Vol % O2 3,00 3,03 2,99 3,01
10 3 KbE/g 100 Vol % Ar 3,03 2,91 2,95 2,96

Anhang 161
10.1.4. Ergebnisse der quantitativen Untersuchungen der aeroben mesophilen
Gesamtkeimzahl
Tab. 19: Ermittelte aerobe mesophile Gesamtkeimzahl (lg KbE/g) in den Chargen C1
bis C6 (je n=6) über einen Untersuchungszeitraum von 21 Tagen mit Probenahme an
den Untersuchungstagen 4, 8, 12, 16, 21 mit Angabe des Mittelwertes und der
Standardabweichung (MW,± S)
Charge Tag PN GKZ in KbE/g lg GKZ
0 Vol % CO2 4 1 3,32 x 10 4 4,52
0 Vol % CO2 4 2 3,64 x 10 4
0 Vol % CO2 4 3 2,64 x 10 4
0 Vol % CO2 4 4 1,36 x 10 4
0 Vol % CO2 4 5 2,86 x 10 4
0 Vol % CO2 4 6 2,38 x 10 4
MW 4,41
4,56
4,42
4,13
4,46
4,38
S 0,15
0 Vol % CO2 8 1 n. a. n. a.
0 Vol % CO2 8 2 1,36 x 10 5
0 Vol % CO2 8 3 n. a. n. a.
0 Vol % CO2 8 4 3,03 x 10 5
0 Vol % CO2 8 5 2,40 x 10 5
0 Vol % CO2 8 6 2,26 x 10 5
MW 5,34
5,13
5,48
5,38
6,57
S 0,15
0 Vol % CO2 12 1 3,75 x 10 6
0 Vol % CO2 12 2 3,21 x 10 6
0 Vol % CO2 12 3 2,00 x 10 6
0 Vol % CO2 12 4 4,00 x 10 6
0 Vol % CO2 12 5 2,65 x 10 6
0 Vol % CO2 12 6 1,95 x 10 6
MW 6,45
6,51
6,30
6,60
6,42
6,29
6,58
S 0,13

162 Anhang
Fortsetzung der Tabelle 19 Aerobe mesophile Gesamtkeimzahl
Charge Tag PN GKZ in KbE/g lg GKZ
0 Vol % CO2 16 1 3,77 x 10 6
0 Vol % CO2 16 2 6,73 x 10 6
0 Vol % CO2 16 3 7,55 x 10 6
0 Vol % CO2 16 4 6,46 x 10 6
0 Vol % CO2 16 5 6,23 x 10 6
0 Vol % CO2 16 6 4,77 x 10 6
MW 6,76
6,83
6,88
6,81
6,79
6,68
6,74
S 0,11
0 Vol % CO2 21 1 5,50 x 10 6
0 Vol % CO2 21 2 1,20 x 10 7
0 Vol % CO2 21 3 7,00 x 10 6
0 Vol % CO2 21 4 6,68 x 10 6
0 Vol % CO2 21 5 1,00 x 10 7
0 Vol % CO2 21 6 1,11 x 10 7
MW 6,92
6,74
7,08
6,85
6,82
7,00
7,05
S 0,14
30 Vol % CO2 4 1 9,82 x 10 4
30 Vol % CO2 4 2 1,06 x 10 5
30 Vol % CO2 4 3 7,59 x 10 4
30 Vol % CO2 4 4 8,14 x 10 4
30 Vol % CO2 4 5 8,23 x 10 4
30 Vol % CO2 4 6 8,50 x 10 4
MW 4,94
4,99
5,03
4,88
4,91
4,92
4,93
S 0,05
30 Vol % CO2 8 1 n. a. n. a.
30 Vol % CO2 8 2 2,65 x 10 5
30 Vol % CO2 8 3 1,97 x 10 5
30 Vol % CO2 8 4 2,18 x 10 5
30 Vol % CO2 8 5 1,75 x 10 5
30 Vol % CO2 8 6 1,28 x 10 5
MW 5,28
5,42
5,29
5,34
5,24
5,11
S 0,12

Anhang 163
Fortsetzung der Tabelle 19 Aerobe mesophile Gesamtkeimzahl
Charge Tag PN GKZ in KbE/g lg GKZ
30 Vol % CO2 12 1 2,25 x 10 6
30 Vol % CO2 12 2 1,86 x 10 6
30 Vol % CO2 12 3 3,22 x 10 6
30 Vol % CO2 12 4 1,87 x 10 6
30 Vol % CO2 12 5 1,04 x 10 6
30 Vol % CO2 12 6 1,46 x 10 6
MW 6,26
6,35
6,27
6,51
6,27
6,02
6,16
S 0,17
30 Vol % CO2 16 1 9,80 x 10 6
30 Vol % CO2 16 2 4,04 x 10 6
30 Vol % CO2 16 3 8,05 x 10 6
30 Vol % CO2 16 4 3,73 x 10 6
30 Vol % CO2 16 5 5,32 x 10 6
30 Vol % CO2 16 6 6,36 x 10 6
MW 6,77
6,99
6,61
6,91
6,57
6,73
6,80
S 0,17
30 Vol % CO2 21 1 6,96 x 10 6
30 Vol % CO2 21 2 8,23 x 10 6
30 Vol % CO2 21 3 4,86 x 10 6
30 Vol % CO2 21 4 6,77 x 10 6
30 Vol % CO2 21 5 7,09 x 10 6
30 Vol % CO2 21 6 9,18 x 10 6
MW 6,85
6,84
6,92
6,69
6,83
6,85
6,96
S 0,09
60 Vol % CO2 4 1 1,64 x 10 4
60 Vol % CO2 4 2 1,46 x 10 4
60 Vol % CO2 4 3 1,90 x 10 4
60 Vol % CO2 4 4 1,59 x 10 4
60 Vol % CO2 4 5 1,18 x 10 4
60 Vol % CO2 4 6 1,96 x 10 4
MW 4,20
4,21
4,16
4,28
4,20
4,07
4,29
S 0,08

164 Anhang
Fortsetzung der Tabelle 19 Aerobe mesophile Gesamtkeimzahl
Charge Tag PN GKZ in KbE/g lg GKZ
60 Vol % CO2 8 1 1,16 x 10 5
60 Vol % CO2 8 2 9,64 x 10 4
60 Vol % CO2 8 3 1,60 x 10 5
60 Vol % CO2 8 4 9,41 x 10 4
60 Vol % CO2 8 5 2,36 x 10 4
60 Vol % CO2 8 6 n. a. n. a.
MW 4,92
5,06
4,98
5,20
4,97
4,37
S 0,32
60 Vol % CO2 12 1 1,61 x 10 6
60 Vol % CO2 12 2 1,69 x 10 6
60 Vol % CO2 12 3 1,68 x 10 6
60 Vol % CO2 12 4 1,40 x 10 6
60 Vol % CO2 12 5 1,72 x 10 6
60 Vol % CO2 12 6 1,75 x 10 6
MW 6,21
6,21
6,23
6,23
6,15
6,24
6,24
S 0,04
60 Vol % CO2 16 1 4,46 x 10 6
60 Vol % CO2 16 2 3,91 x 10 6
60 Vol % CO2 16 3 6,18 x 10 6
60 Vol % CO2 16 4 2,50 x 10 6
60 Vol % CO2 16 5 3,14 x 10 6
60 Vol % CO2 16 6 2,36 x 10 6
MW 6,55
6,65
6,59
6,79
6,40
6,50
6,37
S 0,16
60 Vol % CO2 21 1 7,82 x 10 6
60 Vol % CO2 21 2 1,10 x 10 7
60 Vol % CO2 21 3 1,10 x 10 7
60 Vol % CO2 21 4 1,04 x 10 7
60 Vol % CO2 21 5 8,82 x 10 6
60 Vol % CO2 21 6 8,46 x 10 6
MW 6,98
6,89
7,04
7,04
7,02
6,95
6,93
S 0,06

Anhang 165
Fortsetzung der Tabelle 19 Aerobe mesophile Gesamtkeimzahl
Charge Tag PN GKZ in KbE/g lg GKZ
100 Vol % CO2 4 1 2,91 x 10 4
100 Vol % CO2 4 2 3,68 x 10 4
100 Vol % CO2 4 3 1,05 x 10 5
100 Vol % CO2 4 4 1,00 x 10 5
100 Vol % CO2 4 5 6,96 x 10 4
100 Vol % CO2 4 6 9,96 x 10 4
MW 4,81
4,46
4,57
5,02
5,00
4,84
5,00
S 0,24
100 Vol % CO2 8 1 1,47 x 10 5
100 Vol % CO2 8 2 1,03 x 10 5
100 Vol % CO2 8 3 1,03 x 10 5
100 Vol % CO2 8 4 1,48 x 10 5
100 Vol % CO2 8 5 1,98 x 10 5v
100 Vol % CO2 8 6 2,29 x 10 5
MW 5,17
5,17
5,01
5,01
5,17
5,30
5,36
S 0,14
100 Vol % CO2 12 1 1,07 x 10 6
100 Vol % CO2 12 2 7,59 x 10 5
100 Vol % CO2 12 3 6,77 x 10 5
100 Vol % CO2 12 4 1,46 x 10 6
100 Vol % CO2 12 5 9,91 x 10 5
100 Vol % CO2 12 6 2,99 x 10 6
MW 6,06
6,03
5,88
5,83
6,16
6,00
6,48
S 0,23
100 Vol % CO2 16 1 2,18 x 10 6
100 Vol % CO2 16 2 2,45 x 10 6
100 Vol % CO2 16 3 5,05 x 10 6
100 Vol % CO2 16 4 2,59 x 10 6
100 Vol % CO2 16 5 4,64 x 10 6
100 Vol % CO2 16 6 5,50 x 10 6
MW 6,54
6,34
6,39
6,70
6,41
6,67
6,74
S 0,18

166 Anhang
Fortsetzung der Tabelle 19 Aerobe mesophile Gesamtkeimzahl
Charge Tag PN GKZ in KbE/g lg GKZ
100 Vol % CO2 21 1 1,03 x 10 7
100 Vol % CO2 21 2 5,41 x 10 6
100 Vol % CO2 21 3 4,00 x 10 6
100 Vol % CO2 21 4 7,18 x 10 6
100 Vol % CO2 21 5 8,05 x 10 6
100 Vol % CO2 21 6 6,86 x 10 6
MW 6,82
7,01
6,73
6,60
6,86
6,91
6,84
S 0,14
100 Vol % O2 4 1 2,25 x 10 5
100 Vol % O2 4 2 4,50 x 10 5
100 Vol % O2 4 3 2,41 x 10 5
100 Vol % O2 4 4 4,05 x 10 5
100 Vol % O2 4 5 4,09 x 10 5
100 Vol % O2 4 6 7,32 x 10 5
MW 5,58
5,35
5,65
5,38
5,61
5,61
5,86
S 0,19
100 Vol % O2 8 1 1,49 x 10 6
100 Vol % O2 8 2 1,18 x 10 6
100 Vol % O2 8 3 1,27 x 10 6
100 Vol % O2 8 4 1,27 x 10 6
100 Vol % O2 8 5 8,96 x 10 5
100 Vol % O2 8 6 6,00 x 10 5
MW 6,03
6,17
6,07
6,10
6,10
5,95
5,78
S 0,14
100 Vol % O2 12 1 1,01 x 10 7
100 Vol % O2 12 2 8,46 x 10 6
100 Vol % O2 12 3 8,55 x 10 6
100 Vol % O2 12 4 1,37 x 10 7
100 Vol % O2 12 5 9,09 x 10 6
100 Vol % O2 12 6 1,04 x 10 7
MW 7,00
7,00
6,93
6,93
7,14
6,96
7,02
S 0,08

Anhang 167
Fortsetzung der Tabelle 19 Aerobe mesophile Gesamtkeimzahl
Charge Tag PN GKZ in KbE/g lg GKZ
100 Vol % O2 16 1 2,14 x 10 7
100 Vol % O2 16 2 3,62 x 10 7
100 Vol % O2 16 3 2,32 x 10 7
100 Vol % O2 16 4 3,55 x 10 7
100 Vol % O2 16 5 2,05 x 10 7
100 Vol % O2 16 6 4,38 x 10 7
MW 7,46
7,33
7,56
7,37
7,55
7,31
7,64
S 0,14
100 Vol % O2 21 1 2,06 x 10 7
100 Vol % O2 21 2 5,59 x 10 7
100 Vol % O2 21 3 4,52 x 10 7
100 Vol % O2 21 4 2,23 x 10 7
100 Vol % O2 21 5 9,09 x 10 7
100 Vol % O2 21 6 4,45 x 10 7
MW 7,61
7,31
7,75
7,65
7,35
7,96
7,65
S 0,24
100 Vol % Ar 4 1 2,02 x 10 5
100 Vol % Ar 4 2 4,23 x 10 5
100 Vol % Ar 4 3 4,09 x 10 5
100 Vol % Ar 4 4 4,64 x 10 5
100 Vol % Ar 4 5 5,00 x 10 5
100 Vol % Ar 4 6 5,27 x 10 5
MW 5,61
5,31
5,63
5,61
5,67
5,70
5,72
S 0,15
100 Vol % Ar 8 1 2,59 x 10 5
100 Vol % Ar 8 2 1,91 x 10 5
100 Vol % Ar 8 3 2,00 x 10 5v
100 Vol % Ar 8 4 4,64 x 10 5
100 Vol % Ar 8 5 1,32 x 10 5
100 Vol % Ar 8 6 2,18 x 10 5
MW 5,35
5,41
5,28
5,30
5,67
5,12
5,34
S 0,18

168 Anhang
Fortsetzung der Tabelle 19 Aerobe mesophile Gesamtkeimzahl
Charge Tag PN GKZ in KbE/g lg GKZ
100 Vol % Ar 12 1 8,50 x 10 5
100 Vol % Ar 12 2 1,30 x 10 6
100 Vol % Ar 12 3 1,64 x 10 6
100 Vol % Ar 12 4 1,25 x 10 6
100 Vol % Ar 12 5 1,23 x 10 6
100 Vol % Ar 12 6 1,75 x 10 6
MW 6,12
5,93
6,12
6,21
6,10
6,09
6,24
S 0,11
100 Vol % Ar 16 1 4,41 x 10 6
100 Vol % Ar 16 2 4,05 x 10 6
100 Vol % Ar 16 3 2,36 x 10 6
100 Vol % Ar 16 4 6,77 x 10 6
100 Vol % Ar 16 5 3,09 x 10 6
100 Vol % Ar 16 6 3,82 x 10 6
MW 6,59
6,64
6,61
6,37
6,83
6,49
6,58
S 0,15
100 Vol % Ar 21 1 4,41 x 10 6
100 Vol % Ar 21 2 5,20 x 10 6
100 Vol % Ar 21 3 4,47 x 10 6
100 Vol % Ar 21 4 5,59 x 10 6
100 Vol % Ar 21 5 5,77 x 10 6
100 Vol % Ar 21 6 5,03 x 10 6
MW 6,70
6,64
6,72
6,65
6,75
6,76
6,70
S 0,05

Anhang 169
10.1.5. Ergebnisse der quantitativen Untersuchungen von Listeria monocy-
togenes
Tab. 20: Ermittelte Anzahl an Listeria monocytogenes (lg KbE/g) in den Chargen C1
bis C6 (je n=6) über einen Untersuchungszeitraum von 21 Tagen mit Probenahme an
den Untersuchungstagen 4, 8, 12, 16, 21 mit Angabe des Mittelwertes und der
Standardabweichung (MW,± S)
Charge Tag PN L. m. in KbE/g lg L. m.
0 Vol % CO2 4 1 2,14 x 10 2
0 Vol % CO2 4 2 1,73 x 10 2
0 Vol % CO2 4 3 1,50 x 10 2
0 Vol % CO2 4 4 7,14 x 10 1
0 Vol % CO2 4 5 7,14 x 10 1
0 Vol % CO2 4 6 8,18 x 10 1
MW 2,06
2,33
2,24
2,18
1,85
1,85
1,91
S 0,21
0 Vol % CO2 8 1 n. a. n. a.
0 Vol % CO2 8 2 n. a. n. a.
0 Vol % CO2 8 3 1,55 x 10 2
0 Vol % CO2 8 4 1,67 x 10 2
0 Vol % CO2 8 5 1,52 x 10 2
0 Vol % CO2 8 6 9,52 x 10 1
MW 2,14
2,19
2,22
2,18
1,98
S 0,11
0 Vol % CO2 12 1 7,50 x 10 1
0 Vol % CO2 12 2 1,15 x 10 2
0 Vol % CO2 12 3 1,41 x 10 2
0 Vol % CO2 12 4 1,00 x 10 2
0 Vol % CO2 12 5 9,52 x 10 1
0 Vol % CO2 12 6 8,18 x 10 1
MW 2,16
1,88
2,06
2,15
2,00
1,98
2,91
S 0,38

170 Anhang
Fortsetzung der Tabelle 20 Listeria monocytogenes
Charge Tag PN L. m. in KbE/g lg L. m.
0 Vol % CO2 16 1 7,14 x 10 1
0 Vol % CO2 16 2 8,64 x 10 1
0 Vol % CO2 16 3 8,09 x 10 1
0 Vol % CO2 16 4 6,36 x 10 1
0 Vol % CO2 16 5 4,29 x 10 1
0 Vol % CO2 16 6 1,14 x 10 2
MW 1,87
1,85
1,94
1,91
1,80
1,63
2,06
S 0,14
0 Vol % CO2 21 1 1,23 x 10 2
0 Vol % CO2 21 2 1,00 x 10 2
0 Vol % CO2 21 3 9,05 x 10 1
0 Vol % CO2 21 4 1,32 x 10 2
0 Vol % CO2 21 5 1,05 x 10 2
0 Vol % CO2 21 6 1,41 x 10 2
MW 2,06
2,09
2,00
1,96
2,12
2,02
2,15
S 0,07
30 Vol % CO2 4 1 5,00 x 10 1
30 Vol % CO2 4 2 7,73 x 10 1
30 Vol % CO2 4 3 8,18 x 10 1
30 Vol % CO2 4 4 5,45 x 10 1
30 Vol % CO2 4 5 4,29 x 10 1
30 Vol % CO2 4 6 8,64 x 10 1
MW 1,84
1,91
1,89
1,91
1,74
1,63
1,94
S 0,12
30 Vol % CO2 8 1 9,04 x 10 1
30 Vol % CO2 8 2 8,57 x 10 1
30 Vol % CO2 8 3 5,71 x 10 1
30 Vol % CO2 8 4 9,52 x 10 1
30 Vol % CO2 8 5 5,71 x 10 1
30 Vol % CO2 8 6 7,00 x 10 1
MW 1,84
1,76
1,93
1,76
1,98
1,76
1,85
S 0,10

Anhang 171
Fortsetzung der Tabelle 20 Listeria monocytogenes
Charge Tag PN L. m. in KbE/g lg L. m.
30 Vol % CO2 12 2 7,60 x 10 1
30 Vol % CO2 12 3 7,70 x 10 1
30 Vol % CO2 12 4 7,27 x 10 1
30 Vol % CO2 12 5 9,55 x 10 1
30 Vol % CO2 12 6 8,09 x 10 1
MW 1,90
1,88
1,89
1,86
1,98
1,91
S 0,04
30 Vol % CO2 16 1 5,24 x 10 1
30 Vol % CO2 16 2 4,00 x 10 1
30 Vol % CO2 16 3 6,36 x 10 1
30 Vol % CO2 16 4 7,27 x 10 1
30 Vol % CO2 16 5 1,09 x 10 2
30 Vol % CO2 16 6 6,50 x 10 1
MW 1,82
1,80
1,60
1,80
1,86
2,04
1,81
S 0,14
30 Vol % CO2 21 1 4,55 x 10 1
30 Vol % CO2 21 2 5,71 x 10 1
30 Vol % CO2 21 3 6,82 x 10 1
30 Vol % CO2 21 4 4,71 x 10 1v
30 Vol % CO2 21 5 6,36 x 10 1
30 Vol % CO2 21 6 5,45 x 10 1
MW 1,77
1,83
1,76
1,83
1,67
1,80
1,74
S 0,06
60 Vol % CO2 4 1 1,55 x 10 2
60 Vol % CO2 4 2 1,55 x 10 2
60 Vol % CO2 4 3 2,00 x 10 2
60 Vol % CO2 4 4 1,09 x 10 2
60 Vol % CO2 4 5 1,95 x 10 2
60 Vol % CO2 4 6 1,46 x 10 2
MW 2,20
2,19
2,19
2,30
2,04
2,29
2,16
S 0,10

172 Anhang
Fortsetzung der Tabelle 20 Listeria monocytogenes
Charge Tag PN L. m. in KbE/g lg L. m.
60 Vol % CO2 8 1 1,32 x 10 2
60 Vol % CO2 8 2 1,50 x 10 2
60 Vol % CO2 8 3 1,38 x 10 2
60 Vol % CO2 8 4 1,43 x 10 2
60 Vol % CO2 8 5 1,09 x 10 2
60 Vol % CO2 8 6 1,57 x 10 2
MW 2,14
2,12
2,18
2,14
2,16
2,04
2,20
S 0,06
60 Vol % CO2 12 1 1,55 x 10 2
60 Vol % CO2 12 2 1,64 x 10 2
60 Vol % CO2 12 3 1,55 x 10 2
60 Vol % CO2 12 4 1,68 x 10 2
60 Vol % CO2 12 5 1,82 x 10 2
60 Vol % CO2 12 6 1,14 x 10 2
MW 2,19
2,19
2,21
2,19
2,23
2,26
2,06
S 0,07
60 Vol % CO2 16 1 1,81 x 10 2
60 Vol % CO2 16 2 1,24 x 10 2
60 Vol % CO2 16 3 1,23 x 10 2
60 Vol % CO2 16 4 7,50 x 10 1
60 Vol % CO2 16 5 8,64 x 10 1
60 Vol % CO2 16 6 1,48 x 10 2
MW 2,07
2,26
2,09
2,09
1,88
1,94
2,17
S 0,14
60 Vol % CO2 21 1 3,80 x 10 1
60 Vol % CO2 21 2 7,62 x 10 1
60 Vol % CO2 21 3 1,48 x 10 2
60 Vol % CO2 21 4 1,05 x 10 2
60 Vol % CO2 21 5 1,05 x 10 2
60 Vol % CO2 21 6 1,64 x 10 2
MW 1,98
1,58
1,88
2,17
2,02
2,02
2,21
S 0,23

Anhang 173
Fortsetzung der Tabelle 20 Listeria monocytogenes
Charge Tag PN L. m. in KbE/g lg L. m.
100 Vol % CO2 4 1 1,00 x 10 1
100 Vol % CO2 4 2 1,00 x 10 1
100 Vol % CO2 4 3 1,00 x 10 2
100 Vol % CO2 4 4 1,10 x 10 2
100 Vol % CO2 4 5 6,80 x 10 1
100 Vol % CO2 4 6 1,00 x 10 2
MW 1,65
1,00
1,00
2,00
2,04
1,83
2,00
S 0,51
100 Vol % CO2 8 1 6,80 x 10 1
100 Vol % CO2 8 2 1,14 x 10 2
100 Vol % CO2 8 3 5,71 x 10 1
100 Vol % CO2 8 4 6,19 x 10 1
100 Vol % CO2 8 5 5,00 x 10 1
100 Vol % CO2 8 6 6,19 x 10 1
MW 1,82
1,83
2,06
1,76
1,79
1,70
1,79
S 0,12
100 Vol % CO2 12 1 8,09 x 10 1
100 Vol % CO2 12 2 1,36 x 10 2
100 Vol % CO2 12 3 6,80 x 10 1
100 Vol % CO2 12 4 1,14 x 10 2
100 Vol % CO2 12 5 1,09 x 10 1
100 Vol % CO2 12 6 1,05 x 10 1
MW 2,00
1,91
2,13
1,83
2,06
2,04
2,02
S 0,11
100 Vol % CO2 16 1 5,50 x 10 1
100 Vol % CO2 16 2 5,91 x 10 1
100 Vol % CO2 16 3 6,36 x 10 1
100 Vol % CO2 16 4 5,70 x 10 1
100 Vol % CO2 16 5 2,73 x 10 1
100 Vol % CO2 16 6 5,50 x 10 1
MW 1,71
1,74
1,77
1,80
1,76
1,44
1,74
S 0,14

174 Anhang
Fortsetzung der Tabelle 20 Listeria monocytogenes
Charge Tag PN L. m. in KbE/g lg L. m.
100 Vol % CO2 21 1 4,76 x 10 1
100 Vol % CO2 21 2 4,28 x 10 1
100 Vol % CO2 21 3 6,82 x 10 1
100 Vol % CO2 21 4 4,76 x 10 1
100 Vol % CO2 21 5 7,73 x 10 1
100 Vol % CO2 21 6 4,28 x 10 1
MW 1,72
1,68
1,63
1,83
1,68
1,89
1,63
S 0,11
100 Vol % O2 4 1 3,32 x 10 2
100 Vol % O2 4 2 4,46 x 10 2
100 Vol % O2 4 3 5,00 x 10 2
100 Vol % O2 4 4 5,27 x 10 2
100 Vol % O2 4 5 5,00 x 10 2
100 Vol % O2 4 6 4,68 x 10 2
MW 2,66
2,52
2,65
2,70
2,72
2,70
2,67
S 0,07
100 Vol % O2 8 1 3,63 x 10 2
100 Vol % O2 8 2 3,68 x 10 2
100 Vol % O2 8 3 2,36 x 10 2
100 Vol % O2 8 4 2,18 x 10 2
100 Vol % O2 8 5 2,50 x 10 2
100 Vol % O2 8 6 3,00 x 10 2
MW 2,45
2,56
2,57
2,37
2,34
2,40
2,48
S 0,10
100 Vol % O2 12 1 2,46 x 10 2
100 Vol % O2 12 2 1,73 x 10 2
100 Vol % O2 12 3 2,41 x 10 2
100 Vol % O2 12 4 8,64 x 10 1
100 Vol % O2 12 5 1,82 x 10 2
100 Vol % O2 12 6 2,46 x 10 2
MW 2,27
2,39
2,24
2,38
1,94
2,26
2,39
S 0,18

Anhang 175
Fortsetzung der Tabelle 20 Listeria monocytogenes
Charge Tag PN L. m. in KbE/g lg L. m.
100 Vol % O2 16 1 1,65 x 10 2
100 Vol % O2 16 2 9,52 x 10 1
100 Vol % O2 16 3 1,91 x 10 2
100 Vol % O2 16 4 1,27 x 10 2
100 Vol % O2 16 5 1,68 x 10 2
100 Vol % O2 16 6 1,86 x 10 2
MW 2,18
2,22
1,98
2,28
2,10
2,23
2,27
S 0,12
100 Vol % O2 21 1 2,59 x 10 2
100 Vol % O2 21 2 1,41 x 10 2
100 Vol % O2 21 3 1,33 x 10 2
100 Vol % O2 21 4 3,64 x 10 2
100 Vol % O2 21 5 2,96 x 10 2
100 Vol % O2 21 6 1,41 x 10 2
MW 2,31
2,41
2,15
2,12
2,56
2,47
2,15
S 0,19
100 Vol % Ar 4 1 7,14 x 10 2
100 Vol % Ar 4 2 9,59 x 10 2
100 Vol % Ar 4 3 8,23 x 10 2
100 Vol % Ar 4 4 8,27 x 10 2
100 Vol % Ar 4 5 8,50 x 10 2
100 Vol % Ar 4 6 8,50 x 10 2
MW 2,93
2,92
2,98
2,92
2,92
2,93
2,93
S 0,03
100 Vol % Ar 8 1 8,41 x 10 2
100 Vol % Ar 8 2 5,68 x 10 2
100 Vol % Ar 8 3 7,27 x 10 2
100 Vol % Ar 8 4 9,23 x 10 2
100 Vol % Ar 8 5 6,73 x 10 2
100 Vol % Ar 8 6 6,64 x 10 2
MW 2,85
2,86
2,75
2,86
2,97
2,83
2,82
S 0,07

176 Anhang
Fortsetzung der Tabelle 20 Listeria monocytogenes
Charge Tag PN L. m. in KbE/g lg L. m.
100 Vol % Ar 12 1 6,86 x 10 2
100 Vol % Ar 12 2 5,41 x 10 2
100 Vol % Ar 12 3 5,18 x 10 2
100 Vol % Ar 12 4 6,86 x 10 2
100 Vol % Ar 12 5 6,77 x 10 2
100 Vol % Ar 12 6 7,86 x 10 2
MW 2,79
2,71
2,73
2,71
2,84
2,83
2,90
S 0,08
100 Vol % Ar 16 1 7,27 x 10 2
100 Vol % Ar 16 2 5,73 x 10 2
100 Vol % Ar 16 3 5,55 x 10 2
100 Vol % Ar 16 4 5,27 x 10 2
100 Vol % Ar 16 5 7,32 x 10 2
100 Vol % Ar 16 6 6,91 x 10 2
MW 2,78
2,74
2,76
2,74
2,72
2,86
2,84
S 0,06
100 Vol % Ar 21 1 5,90 x 10 2
100 Vol % Ar 21 2 8,41 x 10 2
100 Vol % Ar 21 3 7,14 x 10 2
100 Vol % Ar 21 4 5,50 x 10 2
100 Vol % Ar 21 5 5,73 x 10 2
100 Vol % Ar 21 6 4,73 x 10 2
MW 2,80
2,85
2,92
2,85
2,74
2,76
2,67
S 0,09

Anhang 177
10.1.6. Ergebnisse der pH- und aw-Wert-Messungen
Tab. 21: pH-Werte der Rohwürste (n=1) der Chargen C1 bis C6 an den
Untersuchungstagen 0, 4, 8, 12, 16, 21
Tag
Charge
C1 C2 C3 C4 C5 C6
0 5,7 5,7 5,8 5,6 5,6 5,4
4 5,6 5,6 5,6 5,6 5,6 5,6
8 5,5 5,6 5,6 5,6 5,6 5,4
12 5,5 5,6 5,6 5,6 5,7 5,6
16 5,6 5,6 5,7 5,7 5,6 5,7
21 5,5 5,6 5,5 5,6 5,5 5,6
Tab. 22: aw-Werte der Rohwürste (n=1) der Chargen C1 bis C6 an den
Untersuchungstagen 0, 4, 8, 12, 16, 21
Tag
Charge
C1 C2 C3 C4 C5 C6
0 0,9768 0,9755 0,9742 0,9745 0,9742 0,9878
4 0,9739 0,9739 0,9729 0,9745 0,9754 0,9727
8 0,9741 0,9752 0,9753 0,9752 0,9742 0,9758
12 0,9733 0,9737 0,9740 0,9753 0,9735 0,9727
16 0,9740 0,9761 0,9814 0,9813 0,9833 0,9727
21 0,9826 0,9835 0,9818 0,9813 0,9816 0,9833

178 Anhang
10.1.7. Ergebnisse der Farbmessungen
Tab. 23: Mittlere (MW) Rotwerte (a*-Werte) der Rohwürste (n=6) der Chargen C1 bis
C6 an den Untersuchungstagen 4, 8, 12, 16, 21 mit Angabe der
Standardabweichung (S)
Tag
Charge
C1 C2 C3 C4 C5 C6
4 7,98 9,67 8,80 8,99 4,97 9,11
S 0,71 0,39 0,46 0,54 0,52 0,18
8 8,16 8,27 8,13 9,62 3,86 7,75
S 0,85 0,44 0,39 0,71 0,58 0,70
12 8,15 8,11 7,88 8,71 2,36 7,94
S 1,14 0,29 0,68 0,61 0,52 1,20
16 7,34 8,52 7,77 9,50 1,84 7,35
S 0,39 0,40 0,58 0,34 0,29 0,96
21 7,13 8,03 7,55 8,63 1,00 8,00
S 0,36 0,25 0,51 0,74 0,46 0,48
Tab. 24: Mittlere (MW) Gelbwerte (b*-Werte) der Rohwürste (n=6) der Chargen C1
bis C6 an den Untersuchungstagen 4, 8, 12, 16, 21 mit Angabe der
Standardabweichung (S)
Tag
Charge
C1 C2 C3 C4 C5 C6
4 8,84 7,90 9,88 8,29 7,98 7,44
S 0,97 0,58 0,55 0,75 1,09 0,42
8 8,36 8,40 8,94 9,33 8,37 6,68
S 0,66 0,38 0,62 0,43 0,74 1,01
12 8,26 7,13 9,55 8,84 8,96 7,51
S 0,87 0,47 0,40 0,47 0,73 0,49
16 7,49 7,51 8,80 8,26 9,96 6,75
S 0,73 0,63 0,35 0,96 0,78 0,92
21 7,70 7,57 8,73 8,21 10,28 6,49
S 0,51 0,78 0,42 0,55 1,05 0,17

Anhang 179
Tab. 25: Mittlere (MW) Helligkeitswerte (L*-Werte) der Rohwürste (n=6) der Chargen
C1 bis C6 an den Untersuchungstagen 4, 8, 12, 16, 21 mit Angabe der
Standardabweichung (S)
Tag
Charge
C1 C2 C3 C4 C5 C6
4 53,58 48,62 55,91 52,31 50,32 47,28
S 0,95 1,20 1,01 1,67 1,70 0,88
8 52,29 51,54 56,18 51,99 52,03 51,46
S 2,20 1,55 1,86 0,93 1,10 1,98
12 53,53 51,39 57,21 53,14 54,90 50,91
S 2,30 0,65 1,44 1,53 1,32 2,13
16 52,89 48,80 56,30 51,05 54,70 50,34
S 0,89 0,72 1,03 0,55 1,22 2,19
21 53,95 50,16 56,11 52,01 53,53 47,36
S 0,90 1,18 1,51 1,38 1,31 1,09
Tab. 26: Farbänderungswerte (ΔGesamt, Δa*, Δb*, ΔL*) der Rohwürste (n=6) der
unterschiedlichen Chargen (C1 bis C6)
Δ Gesamt Δ a* Δ b* Δ L*
C1 1,47 0,85 1,14 0,37
C2 2,27 1,64 0,33 1,54
C3 1,27 1,25 1,51 0,20
C4 0,48 0,36 0,08 0,30
C5 6,94 3,97 2,30 5,21
C6 1,46 1,11 0,95 0,08

180 Anhang
10.1.8. Zusammensetzung der Atmosphären
Tab. 27: Mittlere Gasvolumenanteile (CO2, O2, Rest (Charge C1 bis C5: N2, Charge
C6: Ar)) in den verschiedenen Schutzatmosphären (Vol. %), gemessen an den Unter-
suchungstagen Tag 0 und Tag 21
Charge Tag CO2 (Vol. %) O2 (Vol. %) Rest (Vol. %)
C1 0 0 0 100
21 7,1 0,8 92,1
C2 0 30 0 70
21 21,9 1,1 77
C3 0 60 0 40
21 41,9 1,4 56,7
C4 0 100 0 0
21 88,5 2,2 9,3
C5 0 0 100 0
21 27,5 66,6 5,9
C6 0 0 0 100
10.1.9. Nitrit- und Nitratgehalt
21 7,4 0,6 92,0
Tab. 28: Gesamtnitrat/-nitritgehalte der Rohwürste aus den unterschiedlichen
Chargen (C1 bis C6)
Tag
Charge
C1 C2 C3 C4 C5 C6
0 49,8 50,7 51,1 51,6 53,8 53,7
4 48,5 49,5 48,8 49,1 53,3 53,1
8 36,5 36,9 36,9 38,2 51,9 45,4
12 24,7 26,1 29,4 30,4 46,2 40,1
21 20,9 21,3 21,4 22,0 23,7 35,6

Anhang 181
10.1.10. Umrötung
Tab. 29: Umrötung (in %) der Rohwürste (n=1) aus den verschiedenen Chargen
(C1 bis C6)
Tag
Charge
C1 C2 C3 C4 C5 C6
0 6,4 8,0 7,9 7,5 5,7 6,4
4 24,8 24,2 24,2 25,1 16,1 22,0
8 44,8 47,2 48,3 48,2 5,9 38,4
12 49,8 50,2 51,7 52,3 56,4

182 Anhang
10.2. Geräte und Verbrauchsmaterialien
10.2.1. Feste Medien
10.2.1.1. Plate-Count-Agar/PC
Hemmstoff- und indikatorfreier Nährboden zur Bestimmung der Gesamtkeimzahl in
Milch, Milchprodukten, Wasser und anderen Materialien.
Zusammensetzung (g/l):
Pepton aus Casein 5,0 g/l
Hefeextrakt 2,5 g/l
D(+)- Glucose 1,0 g/l
Agar 14,0 g/l
15 min. bei 121 °C autoklavieren
pH: 7,0 ± 0,1 bei 25 °C
10.2.1.2. OCLA-Agar
Selektivmedium zur Identifizierung und Differenzierung von L. monocytogenes und
anderen Listeria ssp. aus Lebensmitteln.
Zusammensetzung (g/l):
Pepton 18,5 g/l
Hefeextrakt 4,0 g/l
Natriumchlorid 9,5 g/l
Natriumpyruvat 2,0 g/l
Lithiumchlorid 15,0 g/l
Maltose 4,0 g/l
X-Glucosid Chromogene Mischung 0,2 g/l
Agar 14,0 g/l

Anhang 183
15 min. bei 121 °C autoklavieren
pH: 7,2 ± 0,2 bei 25 °C
Listeria-Selektiv-Supplement:
Zusammensetzung (g/l):
Nalidixinsäure 0,026 g/l
Polymixin B 0,01 g/l
Ceftazidim 0,006 g/l
Amphotericin 0,01 g/l
Listeria-Differential-Supplement:
Zusammensetzung (g/l):
Lecithin-Lösung 40 ml
10.2.2. Flüssige Medien
10.2.2.1.1. Sterile physiologische Kochsalzlösung (NaCl)
Zur Herstellung der Verdünnungsreihen bei der Probenaufbereitung
Zusammensetzung (g/l):
Aqua dest. 1,0 l
Natriumchlorid 8,5 g/l
Pepton aus Casein 1,0 g/l
15 min. bei 121 °C autoklavieren

184 Anhang
10.2.2.1.2. Brain Heart Infusion-Bouillon (BHI)
Zusammensetzung (g/l):
Nährsubstrat
(Hirn-, Herzextrakt und Peptone) 27,5 g/l
D(+)-Glucose 2,0 g/l
Natriumchlorid 5,0 g/l
di-Natriumhydrogenphosphat 2,5 g/l
15 min. bei 121 °C autoklavieren
10.2.2.1.3. Fraser-Anreicherungsbouillon
Zur selektiven, zweistufigen Anreicherung von Listeria ssp. aus Lebensmitteln und
Umweltmaterial.
Zusammensetzung (g/l):
Proteose-Pepton 5,0 g/l
Caseinpepton 5,0 g/l
Fleischextrakt „Lab-Lemco“ 5,0 g/l
Hefeextrakt 5,0 g/l
Natriumchlorid 20,0 g/l
Dinatriumhydrogenphosphat 12,0 g/l
Kaliumdihydrogenphosphat 1,35 g/l
Äsculin 1,0 g/l
Lithiumchlorid 3,0 g/l
15 min. bei 121 °C autoklavieren
pH: 7,2 ± 0,2 bei 25 °C

Anhang 185
Fraser-Selektiv-Supplement
Zusammensetzung (je Fläschchen)
Eisen(III) – ammoniumcitrat 500,0 mg
Nalidixinsäure 10,0 mg
Acriflavin 12,5 mg
Fraser-Selektiv-Supplement in 5 ml Ethanol/sterilem Aqua dest. lösen und zu einem
Liter der autoklavierten Fraser-Anreicherungsboullion geben.
Fraser-Selektiv-Supplement:
Zusammensetzung (je Fläschchen)
Selektivsupplement:
Nalidixinsäure 10,0 mg
Acriflavin 12,5 mg
Ammoniumeisen(III)-citrat-Supplement:
Ammoniumeisen(III)–citrat 500,0 mg

186 Anhang
10.2.3. Geräte und Verbrauchsmaterialien
Argon 5.0 Fa. Linde, Höllriegelskreuth
api ® -Listeria Fa. bioMérieux, Marcy l’Etoile, Frankreich
aw-Kryometer Fa. Nagy Messsysteme GmbH, Gäufelden
BIOGON ® C (Kohlendioxid) Fa. Linde, Höllriegelskreuth
BIOGON ® N (Stickstoff) Fa. Linde, Höllriegelskreuth
BIOGON ® O (Sauerstoff) Fa. Linde, Höllriegelskreuth
Brutschrank 30 °C Fa. Heraeus, Hanau
Brutschrank 37 °C Fa. Memmert, Schwabach
Check Mate 9900 Fa. PBI-Dansensor Deutschland GmbH, Neuwied
Füllmaschine (Typ TWF-9) Fa. Dick, Deizisau
Gaselektrode Fa. Mettler, Toledo, Steinbach
H2O2-Lösung Fa. Merck, Darmstadt
Klimakammer Fa. VIESSMANN Werke, Allendorf
MAP-Schale Fa. Es-Plastik, Hutthurm
Mikroskop (Typ Axiolab) Fa. Zeiss, Jena
Muffelofen Fa. Heraeus, Hanau
Palcam-Agar Fa. Merck, Darmstadt
pH-Meter Fa. Knick, Berlin
Photometer (Typ CE1021) Fa. Cecil instruments Ltd., Cambridge, England
Photometer Heλios Fa. Unicam, Cambridge, United Kingdom
Rührgerät Fa. Stephan, Hameln
Schalenversiegelungsanlage Fa. SEALPAC, Oldenburg
Spektrophotometer Fa. Minolta Camera Co., Ltd., Osaka/Japan
Sterilisationsschrank Fa. Memmert, Schwabach
Stomacher 400 Fa. Seward, Thetford, UK
Trockenschrank Fa. Heraeus, Hanau
Verbundfolie Fa. Wipak, Walsrode
Zerkleinerungsmaschine
(Typ WD 114) Fa. Seydelmann, Stuttgart

Anhang 187
10.3. Verzeichnis der Tabellen
Seite
Tab. 1: Einteilung der Serovare innerhalb der Spezies Listeria
monocytogenes
16
Tab. 2: Zusammenstellung der geographischen Vorkommen der
verschiedenen Serovare von Listeria monocytogenes
17
Tab. 3: Anzahl der Listeriose-Erkrankungen und Inzidenzen für
Deutschland in den Jahren 2001 bis 2005
23
Tab. 4: Vor- und Nachteile der MAP-Technologie 42
Tab. 5: Beispiele für Produkte in den einzelnen Lebensmittel-Kategorien 50
Tab. 6: Auszug der Lebensmittelkriterien gemäß Anhang I der Verordnung
(EG) Nr. 2073/2005 der Kommission vom 15. November 2005
über Mikrobiologische Kriterien für Lebensmittel für Listeria
monocytogenes
51
Tab. 7: Physikalische Kenndaten der Verbundfolie 57
Tab. 8: Produktdaten der Schutzgase 58
Tab. 9: Mikrobiologische Untersuchungen an den verschiedenen
Probetagen
71
Tab. 10: Untersuchungen an den verschiedenen Probetagen 74
Tab. 11: Einteilung der Chargen 75
Tab. 12: Ergebnisse der chemischen Vollanalyse (n = 1) für die einzelnen
Chargen C1 bis C6, Tag 0 und Tag 21, Angaben in %
104
Tab. 13: Anzahl der nachgewiesenen Listerien (Serovar 1/2a, DSM 20600)
(lg KbE/g) in sechs Proben (PN 1-6), gezogen an verschiedenen
Lokalisationen der Wurstgrundmasse der beiden
Einmischvarianten (V I, V II) nach Dotierung mit 1,0 x 10 4 KbE/g
Wurstmasse und einer Adaptationszeit für die Bakterien (30 min)
156
Tab. 14: Anzahl der nachgewiesenen Listerien (Serovar 1/2a, DSM 20600)
(lg KbE/g) in sechs Proben (PN 1-6), gezogen an verschiedenen
Lokalisationen mittels der Einmischvariante V II nach Dotierung
mit 1,0 x 10 3 und 1,0 x 10 4 KbE/g Wurstmasse und einer
Adaptationszeit für die Bakterien (30 min)
156
Tab. 15: Ermittelte Absorptions-Konzentrations-Wertepaare der ersten
Versuchsreihe
157
Tab. 16: Ermittelte Absorptions-Konzentrations-Wertepaare der zweiten
Versuchsreihe
158
Tab. 17: Ermittelte Absorptions-Konzentrations-Wertepaare der dritten
Versuchsreihe
159
Tab. 18: Anzahl der nachgewiesenen Listerien (Feldstamm, Isolat 6)
(lg KbE/g) in je drei Proben (PN 1-3) der verschiedenen Chargen,
gezogen an verschiedenen Lokalisationen der Wurstgrundmasse
mittels Einmischvariante V II nach Dotierung mit 1,0 x 10 3 KbE/g
Wurstmasse und einer Adaptationszeit für die Bakterien (30 min)
160

188 Anhang
Tab. 19: Ermittelte aerobe mesophile Gesamtkeimzahl (lg KbE/g) in den
Chargen C1 bis C6 (je n=6) über einen Untersuchungszeitraum
von 21 Tagen mit Probenahme an den Untersuchungstagen
4, 8, 12, 16, 21 mit Angabe des Mittelwertes und der
Standardabweichung (MW,± S)
Tab. 20: Ermittelte Anzahl an Listeria monocytogenes (lg KbE/g) in den
Chargen C1 bis C6 (je n=6) über einen Untersuchungszeitraum
von 21 Tagen mit Probenahme an den Untersuchungstagen 4, 8,
12, 16, 21 mit Angabe des Mittelwertes und der
Standardabweichung (MW,± S)
Tab. 21: pH-Werte der Rohwürste (n=1) der Chargen C1 bis C6 an den
Untersuchungstagen 0, 4, 8, 12, 16, 21
Tab. 22: aw-Werte der Rohwürste (n=1) der Chargen C1 bis C6 an den
Untersuchungstagen 0, 4, 8, 12, 16, 21
Tab. 23: Mittlere (MW) Rotwerte (a*-Werte) der Rohwürste (n=6) der
Chargen C1 bis C6 an den Untersuchungstagen 0, 4, 8, 12, 16, 21
mit Angabe der Standardabweichung (S)
Tab. 24: Mittlere (MW) Gelbwerte (b*-Werte) der Rohwürste (n=6) der
Chargen C1 bis C6 an den Untersuchungstagen 0, 4, 8, 12, 16, 21
mit Angabe der Standardabweichung (S)
Tab. 25: Mittlere (MW) Helligkeitswerte (L*-Werte) der Rohwürste (n=6) der
Chargen C1 bis C6 an den Untersuchungstagen 0, 4, 8, 12, 16, 21
mit Angabe der Standardabweichung (S)
Tab. 26: Farbänderungswerte (ΔGesamt, Δa*, Δb*, ΔL*) der Rohwürste
(n=6) der unterschiedlichen Chargen (C1 bis C6)
Tab. 27: Gasvolumenanteile (CO2, N2, O2, Ar) in den verschiedenen
Schutzatmosphären (Vol. %), gemessen an den
Untersuchungstagen Tag 0 und Tag 21
Tab. 28: Gesamtnitrat/-nitritgehalte der Rohwürste aus den
unterschiedlichen Chargen (C1 bis C6)
Tab. 29: Umrötung (in %) der Rohwürste (n=1) aus den verschiedenen
Chargen (C1 bis C6)
Seite
161
169
177
177
178
178
179
179
180
180
181

Anhang 189
10.4. Verzeichnis der Abbildungen
Seite
Abb. 1: Zusammenhang zwischen Oxidationszustand des Eisens im
Myoglobinmolekül (Mb) und der Farbe des Produkts
40
Abb. 2 Beispiel der Verpackung der frischen Mettwürste in MAP-Schalen
(je 2 /Packung)
56
Abb. 3: OCLA-Agar, Art. CM1080, Fa. OXOID, Wesel 61
Abb. 4: Fliesschema des Versuchsaufbaus in den Hauptversuchen 76
Abb. 5: Anzahl der nachgewiesenen Listerien (Serovar 1/2a, DSM 20600)
(lg KbE/g) in sechs Proben, gezogen an verschiedenen
Lokalisationen der Wurstgrundmasse der beiden Einmischvarianten
(V I, V II) nach Dotierung mit 1,0 x 10 4 KbE/g Wurstmasse
und einer Adaptationszeit für die Bakterien (30 min.)
79
Abb. 6: Verteilungsmuster von Listeria monocytogenes (Serovar 1/2a,
DSM 20600) in der Rohwurstgrundmasse (sechs verschiedene
Lokalisationen)nach Beimpfung mit 1,0 x 10 3 bzw. 1,0 x 10 4 KbE/g
mittels Methode II (V II) nach Adaptationszeit für die Bakterien (30
min.)
81
Abb. 7: Abhängigkeit der Listerien-Konzentration und der Absorption bei
660 nm
82
Abb. 8: Polymerasekettenreaktion (PCR) mit Oligonukleotidprimern
MonoA/MonoB und gelelektrophoretischer Längenbestimmung der
Produkte in einem 1% igen Agarosegel
83
Abb. 9: Wiederfindungsrate von Listeria monocytogenes (Feldstamm,
Isolat 6) nach Beimpfung mit 1,0 X 10 3 KbE/g Wurstgrundmasse in
den Chargen C1 bis C6 nach Adaptationszeit für die Bakterien von
30 Minuten
85
Abb. 10: Verlauf der aeroben mesophilen Gesamtkeimzahl (lg KbE/g; MW,±
S) in den Chargen C1 bis C6 (je n=6) über einen
Untersuchungszeitraum von 21 Tagen
87
Abb. 11: Verlauf der nachweisbaren Keimzahlen (MW) von Listeria
monocytogenes in kurzgereifter Rohwurst (C1bis C6, je n=6) über
einen Zeitraum von 21 Tagen
89
Abb. 12: Keimzahlen (MW) von Listeria monocytogenes (Feldstamm, Isolat
6) über 21 Tage in den Chargen C1 bis C6 (je n=6), mit
Probennahme an den Tagen 0, 4, 8, 12, 16 und 21
91
Abb. 13: pH-Werte der Rohwürste (n=1) der Chargen C1 bis C6 93
Abb. 14: aw-Werte der Rohwürste (n=1) der Chargen C1 bis C6 94
Abb. 15: Mittlere Rotwerte (a*-Werte) (MW, +S) der Rohwürste (n=6) der
unterschiedlichen Chargen (C1 bis C6) über einen Zeitraum von
21 Tagen
96

190 Anhang
Abb. 16: Mittlere Gelbwerte (b*-Werte) (MW, +S) der Rohwürste (n=6) der
unterschiedlichen Chargen (C1 bis C6) über einen Zeitraum von
21 Tagen
Abb. 17: Mittlerer Helligkeitswert (L*-Wert) (MW, +S) der Rohwürste (n=6)
der unterschiedlichen Chargen (C1 bis C6) über einen Zeitraum
von 21 Tagen
Abb. 18: Mittlere Farbänderungswerte (MW, ΔGesamt, Δa*, Δb*, ΔL*) der
Rohwürste (n=6) der unterschiedlichen Chargen (C1 bis C6) vom
Tag 4 zum Tag 21 (t4 bis t21)
Abb. 19: Mittlere Gasvolumenanteile (CO2, N2, O2, Ar) in den verschiedenen
Schutzatmosphären (Vol. %), gemessen an den
Untersuchungstagen Tag 0 und Tag 21, (n=3)
Abb. 20: Gesamtnitrat/-nitritgehalte der Rohwürste (n=1) aus den
unterschiedlichen Chargen (C1 bis C6)
Abb. 21: Nitrit-Gehalte der Rohwürste (n=1) aus den unterschiedlichen
Chargen (C1 bis C6)
Abb. 22: Umrötung (in %) der Rohwürste (n=1) aus den verschiedenen
Chargen (C1 bis C6)
Abb. 23: Schematische Darstellung der biochemischen Abläufe bei der
Umrötung von Fleisch, Bildung des stabilen Pökelfarbstoffs
Nitrosomyoglobin
Seite
97
99
101
102
105
106
108
128

Danksagung 191
Danksagung
Zuallererst möchte ich Herrn Prof. Dr. G. Klein meinen herzlichsten Dank aussprechen
für die Überlassung des interessanten Themas und dafür, dass er mir trotz
meiner „alleinerziehenden“ Situation die Chance gegeben hat, diese Dissertation
anzufertigen. Für die freundliche Unterstützung während der gesamten Zeit möchte
ich mich besonders bedanken. Sein Büro stand jederzeit für spontane Fragen und
Sorgen meinerseits offen.
Herrn Priv.-Doz. Dr. B. Nowak gilt mein besonderer Dank für die Betreuung während
der letzten zwei Jahre. Bei allen Fragen und Problemen hatte er stets gute
Anregungen und aufmunternde Worte parat, besonders in der Planungsphase und in
der schwierigen Zeit des Schreibens.
Frau Dr. Theda von Müffling möchte ich ebenfalls danken für die Zeit, die sie sich
jederzeit genommen hat. Sie hatte immer ein offenes Ohr, manch guten Ratschlag
und viel Geduld bei der Korrektur, besonders meiner Summary.
Meinem Kollegen Christian gilt mein ganz besonderer Dank. Während unserer
gemeinsamen Dissertationszeit waren wir ein eingeschweißtes Team und ohne ihn
hätte ich manche Phasen der Doktorarbeit weitaus schwieriger ertragen.
Bei der Dr. Eberhard Lienhop Stiftung möchte ich mich für die finanzielle Unterstützung
bedanken. Dabei möchte ich Herrn Prof. Dr. C. Gissel und Herrn Dr. D.
Stanislawski persönlich danken. Auch Herrn Dr. M. Kühne möchte ich in diesem Zusammenhang
nennen, durch den der Kontakt zustande gekommen ist.
Frau Dr. V. Atanassova als Leiterin des mikrobiologischen Labors danke ich für
Unterstützung bei der Organisation der mikrobiologischen Untersuchungen und für
die Bereitstellung der helfenden Hände im Labor. Im Zuge dessen sind zu nennen:
Frau Bettina Engel-Abé und Frau Tina Rumpenhorst danke ich für die Einarbeitung in
die mikrobiologische Diagnostik. Silke Ortaeri, Birgit Führing, Sabine Korff und Manu
von Ahlen gilt ebenso mein Dank. Sie alle haben mir in schwierigen Situationen
gerne weitergeholfen. Frau Barbara Skubich möchte ich hier besonders danken. Sie
hat mir alles beigebracht, was ich in der Nährbodenküche und im Labor können
musste und stand mir während meiner laufenden Versuche tatkräftig zur Seite.
Frau Marija Livio danke ich für die Durchführung der chemischen Untersuchungen.
Der Firma SEALPAC danke ich für die Bereitstellung der Schalenversiegelungsanlage,
namentlich möchte ich Herrn Stefan Dangel nennen, durch den Kontakt zu
ihm war dies überhaupt erst möglich. Herr Thomas Bisping war für die
Inbetriebnahme der Maschine zuständig und für alle „dummen“ Fragen offen. Herr
Carsten Joppich und Herr Andreas Katz waren für uns Ansprechpartner für alle
organisatorischen Fragen.

192 Danksagung
Der Firma Wipak, Walsrode möchte ich für die Bereitstellung der Musterfolie danken
und bei der Firma ES Plastic, Hutthurm bedanke ich mich für die Musterschalen.
Herrn Dietmar Köke danke ich für die Flexibilität und den Einsatz bei der Herstellung
„meiner“ Frischen Mettwurst.
Manni, danke für die Unterstützung in allen Computer-Dingen.
Herrn Dr. Martin Beyerbach und Herrn Dipl.-Dok. Jan Schäl aus dem Institut für
Biometrie, Epidemiologie und Informationsverarbeitung der TiHo Hannover danke ich
für die freundliche Unterstützung und die prompte Berechnung der Statistik.
Herrn Prof Kreft des Biozentrums Mikrobiologie in Würzburg danke ich für die
Bestätigung meines Feldkeimes von Listeria monocytogenes mittels PCR.
Ein besonderer Dank gilt Frau Vollert, ohne die ich schon 2001 das Studium
geschmissen hätte.
Arne: Danke für die „englische“ Unterstützung und für die Erleichterung im Umgang
mit PC und Formatierung. Auch die moralische Unterstützung konnte ich gut
gebrauchen.
Meiner Freundin Tehnja danke ich für das spontane und „pingelige“ Korrekturlesen.
Meinem Großvater, Herrn Kurt Josupeit gilt mein besonderer Dank für die jahrelange
Unterstützung und dafür, dass Du all die Jahre an mich geglaubt hast. Das gleiche
gilt für meine vor kurzem verstorbene Mutter Frau Renate Hörner. Ich hätte gern mit
Dir gefeiert!
Dir Ralf danke ich für die endlose Geduld, das Verständnis, das immer wieder
zuhören und die aufmunternden Worte! Es war sicher nicht immer leicht, besonders
nicht in der Endphase, meine Launen auszuhalten.
Marieke, Dir danke ich für die Geduld und die Nachsicht, die Du mit mir besonders im
letzten halben Jahr hattest. Du konntest sicher nicht verstehen, warum ich häufig so
extrem reizbar und angestrengt war. Jetzt wird es wieder besser, ich liebe Dich!