Seminarprogramm - PromoCell

Seminarprogramm
2012
Laborkurse
auf höchstem Niveau

Dr. Nicole Kühl
Leiterin der PromoCell Academy und
Dozentin für Zellkultur-Spezialkurse

PromoCell Academy
Laborkurse auf höchstem Niveau
Das PromoCell Academy Seminarprogramm 2012 bietet Ihnen wieder eine breite Palette
interessanter Kurse, die Ihnen Grundlagen- und Spezialwissen vermitteln und in denen Sie
unter kompetenter Anleitung Ihre praktischen Fertigkeiten verbessern können.
Veranstaltet werden die Seminare in unseren modernen Kursund
Laborräumen im wunderschönen Heidelberg. Eingebettet
ins Neckartal – mit der lebendigen Altstadt zu Füßen des weltberühmten
Schlosses – bietet die Stadt den idealen Rahmen,
damit Sie sich bei Ihrem Aufenthalt richtig wohl fühlen.
Wenn Sie nicht zu uns kommen können, kommen wir auch
gerne zu Ihnen und veranstalten unsere Kurse in Ihren Räumen!
Nun wünsche Ich Ihnen viel Spaß beim Lesen des aktuellen
Seminarprogramms und freue mich, Sie bald in einem unserer
Kurse zu begrüßen.
Dr. Nicole Kühl
Leiterin der PromoCell Academy

2
Inhaltsverzeichnis
Inhaltsverzeichnis
Über uns
A Service ................................................... 6
B Lernumfeld ................................................ 8
C Kurse in Ihren Räumen ...................................... 10
D Life Science Consulting ...................................... 11
E Vermietung ............................................... 12
F Mitarbeiterweiterbildung ..................................... 13
Aktuelle Zusatzkurse
finden Sie unter:
www.promocell-academy.com/news
1
2
Allgemeine und 3D-Zellkultur
1.1 Zellkultur Basiskurs ......................................... 15
1.2 Cell Culture Basic Course ..................................... 16
1.3 Einrichtung eines Zellkulturlabors .............................. 17
1.4 Sterile Arbeitstechnik Labor-Kompaktkurs ........................ 18
1.5 Aseptic Technique .......................................... 19
1.6 Sterile Arbeitstechnik Aufbauworkshop .......................... neu
20
1.7 Zellkultur Labor-Kompaktkurs ................................. 21
1.8 Cell Culture Lab Compact Course .............................. 22
1.9 Zellkultur Trouble Shooting ................................... 23
1.10 Cell Culture Trouble Shooting ................................. 24
1.11 Etablierung serumfreier Zellkulturen Basiskurs ..................... 25
1.12 Qualitätsmanagement in der Zellkultur .......................... 26
1.13 Quality Management in Cell Culture Labs ........................ 27
1.14 Zellkultur unter GMP. ....................................... neu
28
1.15 Mycoplasmen-Nachweis, Prävention und Eliminierung neu ......... 29
1.16 Zellbanken und Kryokonservierung von Zellkulturen ................ 30
1.17 Hypoxiemodelle in vitro ..................................... 31
1.18 3D-Zellkultur Basiskurs ...................................... 32
1.19 Sphäroidkultur ............................................ 33
1.20 Angiogenese-Modelle ....................................... 34
1.21 Blut-Hirn-Schranke-Modelle .................................. 35
1.22 Hautmodelle neu ......................................... 36
5.7 OECD Guidelines und REACH-Richtlinien für Hautmodelle neu . . . . . . 79
6.17 STR-Analyse: Vaterschaftstests, Pränatal-Diagnostik und Nachweis
von Kreuzkontamination in der Zellkultur neu ................... 97
8.4 Von der Zellkulturflasche zum Bioreaktor ........................ 116
8.5 Computersimulation Bioreaktor und Prozesstechnik. ............... 117
Primärzellkultur & adulte Stammzellen
2.1 Primärzellkultur Basiskurs .................................... 39
2.2 Primärkultur aus Tumorgewebe ................................ 40
2.3 Kardiomyozyten ........................................... 41
2.4 Mikro- und Makrovaskuläre Endothelzellen ....................... 42
2.5 HUVEC .................................................. 43
2.6 Lymphatische Endothelzellen .................................. 44
2.7 Glatte Muskelzellen ......................................... 45
2.8 Keratinozyten ............................................. 46
2.9 Melanozyten .............................................. 47

Inhaltsverzeichnis 3
2.10 Osteoblasten und Chondrozyten ............................... 48
2.11 Hepatozyten .............................................. 49
2.12 Nierenepithelzellen ......................................... 50
2.13 Hämatopoetische Stammzellen ................................ 51
2.14 Mesenchymale Stammzellen .................................. 52
3
4
5
Zellanalyse und Signaling
3.1 Real Time Zellanalyse ....................................... neu
55
3.2 Transfektion und Reportergenanalyse ........................... 56
3.3 Zellviabilitäts-, Proliferations- und Toxizitätstests ................... 57
3.4 Apoptose-Assay Labor-Kompaktkurs ........................... 58
3.5 Zytotoxizitäts- und Mutagenitäts-Tests .......................... 59
3.6 Chemotaxis adhärenter Säugerzellen ........................... 60
3.7 Zellkultur in Flusskammern ................................... 61
3.8 Durchflusszytometrie ....................................... 62
3.9 Signaltransduktion ......................................... 63
3.10 Lipid Rafts ................................................ 64
3.11 Oxidativer Stress ........................................... 65
3.12 Cell Normalization Using Adhesive Micropatterns .................. 66
1.15 Mycoplasmen-Nachweis, Prävention und Eliminierung neu ......... 29
Mikroskopie
4.1 Licht- und Fluoreszenzmikroskopie Basiskurs ...................... 69
4.2 Fluoreszenzmikroskopie lebender Zellen ......................... 70
Qualitätsmanagement
5.1 GLP und QM Basiskurs ...................................... 73
5.2 GMP Basiskurs ............................................ 74
5.3 GCP Basiskurs - Regulatorische Rahmenbedingungen
der klinischen Prüfung ....................................... 75
5.4 DIN ISO 9001: Gelebtes QM im Laborumfeld .................... 76
5.5 Pipettiertechnik - Good Pipetting Practice ........................ neu
77
5.6 Trennungsgang in der anorganisch-analytischen Chemie Basiskurs ..... 78
5.7 OECD Guidelines und REACH-Richtlinien für Hautmodelle neu . . . . . . 79
1.11 Etablierung serumfreier Zellkulturen Basiskurs ..................... 25
1.12 Qualitätsmanagement in der Zellkultur .......................... 26
1.14 Zellkultur unter GMP neu ................................... 28
1.15 Mycoplasmen-Nachweis, Prävention und Eliminierung neu ......... 29
1.16 Zellbanken und Kryokonservierung von Zellkulturen ................ 30
6.4 Validierung in der Molekular- und Zell-Biologie Kompaktkurs neu ..... 84
6.17 STR-Analyse: Vaterschaftstests, Pränatal-Diagnostik und Nachweis
von Kreuzkontamination in der Zellkultur neu ................... 97
8.2 Mikrobiologische Qualitätskontrolle ........................... 114

4
Inhaltsverzeichnis
Inhaltsverzeichnis
Aktuelle Zusatzkurse
finden Sie unter:
www.promocell-academy.com/news
6
7
8
Molekularbiologie und PCR
6.1 Molekularbiologie Basiskurs .................................. 81
6.2 Molecular Biology Basic Course ............................... 82
6.3 Molekularbiologie Trouble Shooting ............................ 83
6.4 Validierung in der Molekular- und Zell-Biologie Kompaktkurs ......... neu 84
6.5 Klonierungsstrategien ...................................... 85
6.6 Cloning Strategies . ......................................... 86
6.7 RNA Interferenz ........................................... 87
6.8 In situ Hybridisierung ....................................... 88
6.9 PCR- und Primer-Design .................................... neu
89
6.10 PCR Basiskurs ............................................. 90
6.11 PCR Basic Course .......................................... 91
6.12 Real Time PCR Labor-Kurs .................................... 92
6.13 Multiplex PCR Labor-Kurs .................................... 93
6.14 PCR in der medizinischen Diagnostik und Gen-Diagnostik ........... 94
6.15 PCR und Real Time PCR Trouble Shooting ....................... 95
6.16 DNA Sequenzierung Labor-Kurs ............................... neu
96
6.17 STR-Analyse: Vaterschaftstests, Pränatal-Diagnostik und Nachweis
von Kreuzkontamination in der Zellkultur neu ................... 97
6.18 Epigenetics Lab Course ...................................... 98
Proteinanalyse und Immunologie
7.1 SDS-PAGE Basiskurs neu .................................. 101
7.2 Western Blot Labor-Kompaktkurs ............................. 102
7.3 Proteinreinigungs- und Analysemethoden ...................... 103
7.4 Protein- und Peptidanalytik mit MALDI-TOF MS ................. 104
7.5 Enzymatische Analysen und Enzymkinetik ...................... 105
7.6 Immunhistochemie Färbemethoden. ........................... 106
7.7 Immunohistochemistry Compact Course ................... 107
7.8 ELISA Basiskurs . . ......................................... 108
7.9 ELISA Basic Course ................................... 109
7.10 ELISA Aufbaukurs . ........................................ 110
7.11 ELISA Advanced Course ................................ 111
Fermentation, Bioreaktoren &
Mikrobiologie
8.1 Mikrobiologie Basiskurs und Einführung in die Qualitätskontrolle ..... 113
8.2 Mikrobiologische Qualitätskontrolle ........................... 114
8.3 Grundlagen der mikrobiellen Fermentation ...................... 115
8.4 Von der Zellkulturflasche zum Bioreaktor ........................ 116
8.5 Computersimulation Bioreaktor und Prozesstechnik ............... 117

Inhaltsverzeichnis 5
9
10
Biomathematik und Statistik
9.1 Labormathematik Basiskurs .................................. 119
9.2 Excel ® Basiskurs neu ..................................... 120
9.3 Biostatistik Basiskurs ....................................... 121
9.4 Statistik mit Excel ® ........................................ 122
9.5 Datenbankrecherche ....................................... 123
9.6 Statistische Auswertung von Microarrays ....................... 124
6.4 Validierung in der Molekular- und Zell-Biologie Kompaktkurs neu .... 84
Management und Soft Skills
10.1 Zeitmanagement .......................................... 127
10.2 Projektmanagement ....................................... 128
10.3 Datenpräsentation. ........................................ 129
10.4 Erfolgreich kommunizieren .................................. 130
10.5 Führungsqualifikation und Mitarbeitermotivation ................. 131
10.6 Teamaufbau und Teamentwicklung ............................ 132
Anhang
Kurssysteme ................................................... 134
Schlagwortregister ............................................... 136
Bildnachweis ................................................... 140
Jahresübersicht ................................................. 142
Informationen zur Anmeldung. ..................................... 144

6 Service
Wir kümmern uns
gerne um Sie
Gerne übernehmen wir für Sie die Hotelorganisation. Unser
Shuttle-Service holt Sie nach Absprache kostenlos von Ihrem
Hotel ab und bringt Sie nach Ihrem Kurs wieder zurück.
Mittags erwartet Sie ein abwechslungsreiches Buffet, das für
jeden Geschmack etwas bereithält. Und in den Kaffeepausen
verwöhnen wir Sie mit warmen und kalten Getränken, frischem
Obst und kleinen Aufmerksamkeiten.
Heidelberg liegt wunderschön eingebettet in das Neckartal und
hat eine sehr lebendige Altstadt zu Füßen des weltberühmten
Schlosses. Auf Wunsch versorgen wir Sie mit Einkaufs- und
Restauranttipps für einen optimalen Ausklang Ihres Seminartages.
Barbara Herkert
Service-Managerin und
„Gute Fee“

Service
7
Unsere Customer-Care-Manager sorgen dafür, dass Sie sich
rundum wohlfühlen und sich während Ihres Aufenthalts auf
die wesentlichen Dinge konzentrieren können.
Daniela Pfeifer
Anmeldung, Reise- und
Hotelorganisation
Jessica Meissner
Anmeldung, Reise- und
Hotelorganisation

8 Lernumfeld
Ideale Bedingungen zum Lernen
In unserem PromoCell Academy Seminarzentrum präsentieren wir Ihnen
auf einer Fläche von 370 qm ein optimales Umfeld für professionelle
Laborseminare. Wir haben bei der Planung der Räumlichkeiten auf ein
modernes Ambiente bei gleichzeitig angenehmer und ungezwungener
Atmosphäre höchsten Wert gelegt.
Virtueller 3D-Rundgang
www.promocell-academy.com/3D

Lernumfeld
9
Jeder Teilnehmer am eigenen Platz
Die PromoCell Academy Laborräume sind großzügig konzipiert und thematisch getrennt in ein Zellkultur- und ein molekularbiologisch-biochemisches
Labor mit jeweils acht Arbeitsplätzen. Ihr Arbeitsplatz wird von unseren Mitarbeitern vorbereitet und
nach dem Praxisteil aufgeräumt – Sie können sich voll und ganz auf Ihr Lernziel konzentrieren.
Kleine Gruppen – große Lernerfolge
Es ist uns wichtig, Ihnen für Ihr Seminar ideale Voraussetzungen zu bieten und Sie in Theorie und Praxis möglichst individuell
und umfangreich zu betreuen. Um das gewährleisten zu können, beschränken wir die Teilnehmerzahl.
Individuelle Betreuung
Alle unsere Dozenten verfügen über ein breites Spektrum an Wissen auf ihrem Gebiet. Aufgrund der kleinen Gruppenzahl sind
wir in der Lage, auf Fragen aus Ihrem speziellen Themenkreis einzugehen – dafür haben wir ausreichend Zeit eingeplant.
Support auch nach der Schulung
Sehr häufig tauchen bestimmte Fragen zum Seminarthema erst auf, wenn die Teilnehmer in ihren beruflichen Alltag zurückgekehrt
sind und das Gelernte umsetzen und anwenden möchten. Da wir Sie fortführend unterstützen möchten, stehen Ihnen
unsere Dozenten auch nach dem Kurs für Fragen zur Verfügung.

10 Kurse in Ihren Räumen
Wir schulen auch in Ihren Räumen
Lassen Sie sich von den Schulungsprofis der PromoCell Academy einen Kurs ganz nach
Ihren Bedürfnissen und Zielsetzungen zusammenstellen. Seminare bei Ihnen vor Ort bieten
folgende Vorteile:
Individuelle Gestaltung
Inhalte, Dauer und Ablauf der Kurse werden von unseren Dozenten mit Ihnen bedarfsgerecht abgestimmt.
Komfortabel und effizient
Durch eine Vor-Ort-Schulung entfallen zeit- und kostenintensive Reisen.
Für manche Mitarbeiter ist aus organisatorischen Gründen nur in diesem Rahmen eine Kursteilnahme überhaupt möglich.
Authentische Bedingungen
Die praktischen Tätigkeiten finden im realen Arbeitsumfeld in Ihren Labors statt.
Das erleichtert eine Fehlerkorrektur durch den Dozenten.
Rufen Sie uns unter der Telefonnummer 06221 / 649 34 46 an – wir erstellen Ihnen gerne ein persönliches Angebot!

Life Science Consulting
11
Life Science Consulting
Mit ihrer Erfahrung und ihrem praktischen Know-how können unsere Dozenten Ihr Team
sehr effektiv bei der Etablierung und Optimierung komplexer Experimente und Arbeitsabläufe
in Ihrem Labor unterstützen. Unser Ziel ist es, Ihnen zu helfen, schneller zu optimalen
Arbeitsprozessen zu kommen.
Kompetente und individuelle Beratung
Unsere Spezialisten haben in ihren Kompetenzgebieten langjährige praktische Erfahrung in der Etablierung von Methoden und
im Trouble-Shooting. Beschleunigen Sie z.B. die Fehlersuche bei Zellkulturkontaminationen oder vermeiden Sie langwierige
start-up Phasen bei der Entwicklung einer Multiplex PCR. Individuell auf Ihre Anforderungen abgestimmt, beraten wir Sie oder
evaluieren und unterstützen direkt in Ihrem Labor.
Absolute Vertraulichkeit
Keine der im Beratungsprozess erworbenen Kenntnisse und Informationen gelangen an Dritte.
Das sichern wir Ihnen selbstverständlich auch schriftlich und verbindlich zu.
Objektivität
Unser Ziel ist es, Ihnen zu helfen, schneller zu optimalen Arbeitsprozessen zu kommen. Dabei sind wir natürlich unabhängig
von Herstellern wenn zum Beispiel Entscheidungen über Lieferanten oder Gerätetypen anstehen.
Rufen Sie uns unter der Telefonnummer 06221 / 649 34 46 an – wir erstellen Ihnen gerne ein persönliches Angebot!

12 Vermietung
Unsere Räume stehen Ihnen zur Verfügung
Die Räumlichkeiten der PromoCell Academy können Sie auch für Ihr Meeting, Ihre
Produktpräsentation oder Ihre Schulung anmieten. Wir kümmern uns um sämtliche
Rahmenbedingungen nach Ihren Wünschen. Sie können sich voll und ganz auf Ihre Veranstaltung
konzentrieren.
Beste Ausstattung
Die modernen und repräsentativen Seminarräume der PromoCell Academy bieten Ihnen alles, was Sie für eine perfekte Multimedia-Präsentation
benötigen. Die Räume können individuell je nach Gruppengröße aufgeteilt werden.
Langjährige Seminarerfahrung
Profitieren Sie von unserem umfangreichen Know-how bezüglich Organisation, Vorbereitung und Ablauf von Seminaren und
Meetings unterschiedlichster Ausrichtung für bis zu 50 Teilnehmer.
Professionelles Arbeiten
Unsere Laborräumlichkeiten sind nach didaktischen Aspekten optimiert für nahezu alle Arten von naturwissenschaftlichen praktischen
Tätigkeiten. Gerne stellen wir Ihnen zur fachlichen Betreuung Ihrer Gäste unser technisches Personal zur Verfügung.
Rufen Sie uns unter der Telefonnummer 06221 / 649 34 46 an – wir erstellen Ihnen gerne ein persönliches Angebot!
Virtueller 3D-Rundgang
www.promocell-academy.com/3D

Mitarbeiterweiterbildung
13
Schulen Sie Ihre Mitarbeiter bei uns
Die Profis der PromoCell Academy übernehmen gerne die gesamte Schulungsorganisation
für Sie und kümmern sich um alle Details von der Erarbeitung des Konzepts über die entsprechenden
Schulungsinhalte bis zur Bereitstellung der Technik und der Organisation der
Verpflegung.
Maßgeschneiderte Kurse
Sie geben uns gezielte Vorgaben bezüglich der Lernziele und wir entwickeln mit Ihnen zusammen die optimal an Ihre Bedürfnisse
angepasste Mitarbeiterschulung.
Breites Schulungsspektrum
Von Grundlagenthemen bis hin zu detaillierten Spezialkursen für Mitarbeiter in Forschung & Entwicklung, Produktion oder
Vertrieb decken die Dozenten der PromoCell Academy ein sehr breites Spektrum ab.
Didaktische Erfahrung
Profitieren Sie von den ausgezeichneten didaktischen Fähigkeiten der PromoCell Academy Dozenten die einen effektiven
Wissenstransfer und eine hohe Motivation der Schulungsteilnehmer sicherstellen.
Rufen Sie uns unter der Telefonnummer 06221 / 649 34 46 an – wir erstellen Ihnen gerne ein persönliches Angebot!

14
Allgemeine und 3D-Zellkultur
1
1.1
Allgemeine und 3D-Zellkultur
Zellkultur Basiskurs .................. 15
1.2 Cell Culture Basic Course. ............. 16
1.3 Einrichtung eines Zellkulturlabors. ....... 17
1.4 Sterile Arbeitstechnik Labor-Kompaktkurs 18
1.5 Aseptic Technique ................... 19
1.6 Sterile Arbeitstechnik Aufbauworkshop ... 20
1.7 Zellkultur Labor-Kompaktkurs . ......... 21
1.8 Cell Culture Lab Compact Course ....... 22
1.9 Zellkultur Trouble Shooting . ........... 23
1.10 Cell Culture Trouble Shooting .......... 24
1.11 Etablierung serumfreier Zellkulturen
Basiskurs . ......................... 25
1.12 Qualitätsmanagement in der Zellkultur . .. 26
1.13 Quality Management in Cell Culture Labs 27
1.14 Zellkultur unter GMP. ................ 28
1.15 Mycoplasmen-Nachweis, Prävention und
Eliminierung. ....................... 29
1.16 Zellbanken und Kryokonservierung von
Zellkulturen ....................... 30
1.17 Hypoxiemodelle in vitro .............. 31
1.18 3D-Zellkultur Basiskurs ............... 32
1.19 Sphäroidkultur ..................... 33
1.20 Angiogenese-Modelle ............... 34
1.21 Blut-Hirn-Schranke-Modelle ........... 35
1.22 Hautmodelle . ...................... 36

Allgemeine und 3D-Zellkultur 15
1.1 Zellkultur Basiskurs
Inhalte und Lernziele
In diesem Kurs erlangen Sie das Grundwissen, um Ihre tägliche Arbeit sicher und
effizient gestalten zu können. Neuen Mitarbeitern in der Zellkultur bleibt oft nichts
anderes übrig, als sich durch „Abschauen“ bei Kollegen die notwendigen Grundkenntnisse
anzueignen. Oft fehlen aber in einer Arbeitsgruppe verbindliche
Standards, welche für die Vergleichbarkeit der Ergebnisse notwendig sind. Um diese
Standards einzuführen, bringen wir Ihnen beispielsweise die Vorteile des cell bankings
nahe. Außerdem erlernen Sie die Grundlagen wissenschaftlicher Dokumentation in
der Zellkultur.
Im theoretischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Sterile Arbeitstechnik und Kontaminationen
Inhaltsstoffe von Medien
Routinemethoden und Dokumentation
Zelllinien und Primärzellen
Bestimmung der Zellzahl und Vitalitätstests
Cell banking
Im Praxisteil wird sowohl mit adhärenten und Suspensionszelllinien als auch mit
primären Zellen gearbeitet. Er umfasst:
Erlernen steriler Arbeitstechniken
Einfrieren, Auftauen und Subkultivieren
Mediumwechsel bei adhärenten und Suspensionszellen
Isolation von primären humanen Zellen
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter ohne Vorkenntnisse,
mit Grundkenntnissen oder alle, die einen kompletten Überblick über Zellkultur
bekommen wollen.
Dozent
Dr. Nicole Kühl studierte Biologie an der TU Karlsruhe und an der Universität Bremen,
wo sie als Zell- und Molekularbiologin im Themengebiet Zellzyklus und Hitzeschockproteine
promovierte. Anschließend wechselte sie an die Universität und das Akademische
Krankenhaus Groningen, Niederlande. Dort spezialisierte sie sich auf therapieorientierte
Fragestellungen zum Thema Multiple Sklerose und begann mit primären Gliazellen zu
arbeiten. Diese Forschung setzte sie auch an der Jacobs University Bremen fort, wo
sie eine Arbeitsgruppe leitete und als Dozentin im Hauptfach „Biochemistry and Cell
Biology“ unterrichtete. Seit 2008 ist Dr. Kühl Leiterin der PromoCell Academy und Dozentin
für Zellkulturkurse.
Empfohlene Aufbaukurse
Zellkultur Trouble Shooting (S.23), Qualitätsmanagement in der Zellkultur (S.26), Primärzellkultur
Basiskurs (S.39), Mycoplasmen-Nachweis, Prävention und Eliminierung
(S.29)
Termine
PA1011 21.02. – 24.02.2012
PA1012 08.05. – 11.05.2012
PA1013 11.09. – 14.09.2012
Aktuelle Zusatzkurse und
freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den viertägigen Kurs 1.179,- € (zzgl. MwSt.).

16
Allgemeine und 3D-Zellkultur
1.2 Cell Culture Basic Course
Content and Learning Objective
This course will teach you basic knowledge or improve your existing expertise, so
that your everyday work with cell culture will become safer and more efficient. Most
of the time, beginners in this field can only acquire the basic knowledge they need
by reproducing what their colleagues do, and standards which are vital for the comparability
of the test results are frequently missing. You will have sufficient time to
acquire practical experience during the course and additionally, we will introduce you
to practical standards and documentation as well as cell banking.
The theoretical part includes:·
Aseptic techniques and contaminations
Routine methods in cell culture
Ingredients of culture media
Cell lines and primary cells
Cell counting and viability testing
Cell banking
The practical part includes:·
Introductory session: sterile working techniques
Trypsinization, freezing, and thawing of cells
Medium exchange of adherent and suspension cells
Isolation of primary human endothelial cells
Target Group
Technical and scientific staff members with no previous cell culture experience or little
cell culture experience.
Teacher
Dr. Nicole Kühl began her academic career at the Technical University of Karlsruhe in
1988. In 1991, she transferred to the University of Bremen where she completed her
Ph.D. in cell and molecular biology studying the cell cycle and heat shock proteins.
Dr. Kühl then began her post-doctorate work at the University and University Hospital
of Groningen in the Netherlands, where she specialized in research related to multiple
sclerosis and worked with primary glial cells. From 2005, she continued her work at
Jacobs University Bremen, where she led a research group and lectured in biochemistry
and cell biology. Since 2008, Dr. Kühl has been the head of the PromoCell
Academy and has taught cell culture courses.
Dates
PA1021 12.06. – 15.06.2012
Beginning of the course on the first day: 9:00 a.m.
End of the course on the last day: approx. 3:30 p.m.
Number of participants
The number of participants is limited to max. 8 persons in order to ensure the
best possible learning climate.
Participation fee
The fee for 4 days training amounts to 1,179 € (plus VAT).
Are you interested in an in-house training session?
Please just get in touch with us.

Allgemeine und 3D-Zellkultur 17
1.3 Einrichtung eines Zellkulturlabors
Theorie
Inhalte und Lernziele
Bei der Einrichtung eines neuen Zellkulturlabors gibt es viele Entscheidungen zu treffen,
die später steriles und effizientes Arbeiten erleichtern können. Falsche Entscheidungen
dagegen können das Risiko von Kontaminationen erhöhen, die laufenden
Kosten vergrößern oder den Routinebetrieb erschweren. Dieser Kurs gibt Ihnen eine
Übersicht über gängige Geräte und die effiziente Einrichtung eines Zellkulturlabors,
damit Sie später optimal ausgestattet sind.
Sie erhalten unter anderem einen Überblick über:
Räumliche Aufteilung eines Zellkulturlabors
Sterilbänke
Inkubatoren
Absauganlagen
Geräte zur Zellzählung
Wasserbäder
Autoklaven
Zentrifugen
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter ohne Vorkenntnisse
in der Zellkultur oder mit Grundkenntnissen, die ein Zellkulturlabor einrichten
wollen.
Dozent
Dr. Nicole Kühl studierte Biologie an der TU Karlsruhe und an der Universität Bremen,
wo sie als Zell- und Molekularbiologin im Themengebiet Zellzyklus und Hitzeschockproteine
promovierte. Anschließend wechselte sie an die Universität und das Akademische
Krankenhaus Groningen, Niederlande. Dort spezialisierte sie sich auf therapieorientierte
Fragestellungen zum Thema Multiple Sklerose und begann mit primären Gliazellen zu
arbeiten. Diese Forschung setzte sie auch an der Jacobs University Bremen fort, wo
sie eine Arbeitsgruppe leitete und als Dozentin im Hauptfach „Biochemistry and Cell
Biology“ unterrichtete. Seit 2008 ist Dr. Kühl Leiterin der PromoCell Academy und Dozentin
für Zellkulturkurse.
Empfohlene Aufbaukurse
Zellkultur Basiskurs, Zellkultur Trouble Shooting
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich direkt vor oder nach diesem Kurs:
Zellkultur unter GMP (S.28)
Termine
PA1031 07.02.2012
Kursbeginn 9:00 Uhr
Kursende ca. 16:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 12 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den eintägigen Kurs 389,- € (zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news

18
Allgemeine und 3D-Zellkultur
1.4 Sterile Arbeitstechnik Labor-Kompaktkurs
Inhalte und Lernziele
Dieser Kurs vermittelt Ihnen die Grundlagen des sterilen Arbeitens, damit Sie den
täglichen Umgang mit Zellkulturen sicherer und effizienter gestalten können. Sie
lernen das Funktionsprinzip Ihres wichtigsten Werkzeugs in der Zellkultur - der
Sterilwerkbank - ausführlich kennen. Daraus leiten sich bestimmte Verhaltensregeln
für steriles Arbeiten ab, welche Sie in diesem Kurs intensiv üben.
Im theoretischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Sterile Arbeitstechnik
Funktionsprinzip der Sterilwerkbank
Kontaminationen in der Zellkultur
Der Praxisteil umfasst:
Steriles Arbeiten mit Zellen
Auftauen von Zellen
Subkultivieren von Zellen
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter ohne Vorkenntnisse
in der Zellkultur oder mit Grundkenntnissen.
Dozent
Dr. Britt Lemke studierte nach einer Ausbildung zur Biologielaborantin in Potsdam
Biologie. 2004 promovierte sie am Max-Delbrück-Centrum für Molekulare Medizin in
Berlin auf dem Gebiet der Hämatopoese. Im Anschluss arbeitete sie als Post-Doc in der
neurochirurgischen Universitätsklinik Heidelberg auf den Gebieten Proteomics, Angiogenese,
Tumorgenese und Immuntherapie von Hirntumoren. Seit September 2008 ist
sie bei der PromoCell Academy als Labormanagerin und Dozentin tätig.
Empfohlene Aufbaukurse
Zellkultur Labor-Kompaktkurs, Zellkultur Trouble Shooting, Qualitätsmanagement in
der Zellkultur, Mycoplasmen-Prävention und Eliminierung
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich direkt vor oder nach diesem Kurs:
Zellkultur Labor-Kompaktkurs (S.21)
Termine
PA1041 27.02.2012
PA1042 03.12.2012
Kursbeginn 9:00 Uhr
Kursende ca. 16:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den eintägigen Kurs 389,- € (zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news

Allgemeine und 3D-Zellkultur 19
1.5 Aseptic Technique
Content and Learning Objective
This course provides you with the theoretical and practical basics of aseptic technique
so that your daily work with cell cultures will become safer and more efficient. You
will gain crucial knowledge about the functional principles of your most important
tool – the clean bench. These principles determine certain rules for working under the
bench, which we will practice intensively in the course.
The theoretical part includes:
Aseptic working techniques
Functional principles of clean benches
Contaminations in cell cultures
The practical part includes:
Handling cells under the clean bench
Thawing of cells
Subcultivation of cells
Target Group
Technical and scientific staff members with no previous cell culture experience or little
cell culture experience.
Teacher
Dr. Nicole Kühl began her academic career at the Technical University of Karlsruhe in
1988. In 1991, she transferred to the University of Bremen where she completed her
Ph.D. in cell and molecular biology studying the cell cycle and heat shock proteins.
Dr. Kühl then began her post-doctorate work at the University and University Hospital
of Groningen in the Netherlands, where she specialized in research related to multiple
sclerosis and worked with primary glial cells. From 2005, she continued her work at
Jacobs University Bremen, where she led a research group and lectured in biochemistry
and cell biology. Since 2008, Dr. Kühl has been the head of the PromoCell
Academy and has taught cell culture courses.
Recommended continuative courses
Cell Culture Trouble Shooting (p.24), Quality Management in Cell Culture Labs (p.27)
Dates
Please contact us for the actual course date.
Beginning of the course: 9:00 a.m.
End of the course: approx. 4:30 p.m.
Number of participants
The number of participants is limited to max. 8 persons in order to ensure the
best possible learning climate.
Participation fee
The fee for 1 day training amounts to 389 € (plus VAT).
Are you interested in an in-house training session?
Please just get in touch with us.

20
Allgemeine und 3D-Zellkultur
1.6 Sterile Arbeitstechnik Aufbauworkshop
neu
Inhalte und Lernziele
Je mehr Erfahrung man in der Zellkultur hat, desto größer ist die Gefahr, die sterile
Arbeitstechnik zu vernachlässigen und in der Routine kleine Fehler zu machen. Wenn
zusätzlich auch noch generell mit Antibiotika gearbeitet wird, verstärkt sich die Unaufmerksamkeit,
weil kleine Fehler nicht sofort zu Kontaminationen führen.
In diesem hauptsächlich praktischen Kurs bekommen Sie ein Feedback zu Ihrer Steriltechnik
und erhalten Anregungen zur Verbesserung, um weniger Probleme mit Kontaminationen
zu haben oder auf Antibiotika in der Routinezellkultur verzichten zu
können.
Der Theorieteil umfasst:
Optimierung der räumlichen Anordnung im Zellkulturlabor
Funktionsweise einer Sterilbank und abgeleitete Prinzipien
Der Praxisteil umfasst:
Freies Arbeiten und Feedback
Umsetzen der Theoriepunkte im Technik-Workshop
Optimierung von Experimenten
Auswertung der antibiotikafreien Kulturen
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter mit soliden Vorkenntnissen
in der Zellkultur und praktischen Erfahrungen, die Tipps zur Verbesserung
ihrer Zellkultur erhalten möchten oder die Fehler vermeiden wollen, die sich im Laufe
der Zeit eingeschlichen haben.
Dozent
Dr. Nicole Kühl studierte Biologie an der TU Karlsruhe und an der Universität Bremen,
wo sie als Zell- und Molekularbiologin im Themengebiet Zellzyklus und Hitzeschockproteine
promovierte. Anschließend wechselte sie an die Universität und das Akademische
Krankenhaus Groningen, Niederlande. Dort spezialisierte sie sich auf therapieorientierte
Fragestellungen zum Thema Multiple Sklerose und begann mit primären Gliazellen zu
arbeiten. Diese Forschung setzte sie auch an der Jacobs University Bremen fort, wo
sie eine Arbeitsgruppe leitete und als Dozentin im Hauptfach „Biochemistry and Cell
Biology“ unterrichtete. Seit 2008 ist Dr. Kühl Leiterin der PromoCell Academy und Dozentin
für Zellkulturkurse.
Empfohlene Aufbaukurse
Zellkultur Trouble Shooting (S.23), Qualitätsmanagement in der Zellkultur (S.26),
Mycoplasmen-Nachweis, Prävention und Eliminierung (S.29)
Termine
PA1061 02.02. – 03.02.2012
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 679,- € (zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.

Allgemeine und 3D-Zellkultur 21
1.7 Zellkultur Labor-Kompaktkurs
Inhalte und Lernziele
Dieser Ein-Tages-Kurs vermittelt Ihnen die grundlegenden Methoden und Techniken
in der Zellkultur. Neuen Mitarbeitern in der Zellkultur bleibt oft nichts anderes übrig,
als sich durch „Abschauen“ bei Kollegen die notwendigen Grundkenntnisse anzueignen.
Deswegen fehlen oft innerhalb einer Arbeitsgruppe verbindliche Standards,
welche für die Vergleichbarkeit der Ergebnisse absolut notwendig sind.
Im theoretischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Sterile Arbeitstechnik
Routinemethoden in der Zellkultur
Bestimmung der Zellzahl und Vitalitätstests
Der Praxisteil umfasst:
Auftauen von Zellen
Subkultivieren von Zellen
Einfrieren von Zellen
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter mit wenig Grundkenntnissen
in der Zellkultur, die ihr Wissen erweitern möchten oder als Wiedereinsteiger
ihr Wissen auffrischen möchten.
Dozent
Dr. Britt Lemke studierte nach einer Ausbildung zur Biologielaborantin in Potsdam
Biologie. 2004 promovierte sie am Max-Delbrück-Centrum für Molekulare Medizin in
Berlin auf dem Gebiet der Hämatopoese. Im Anschluss arbeitete sie als Post-Doc in der
neurochirurgischen Universitätsklinik Heidelberg auf den Gebieten Proteomics, Angiogenese,
Tumorgenese und Immuntherapie von Hirntumoren. Seit September 2008 ist
sie bei der PromoCell Academy als Labormanagerin und Dozentin tätig.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich direkt vor oder nach diesem Kurs:
Sterile Arbeitstechnik Labor-Kompaktkurs (S.18)
Termine
PA1071 28.02.2012
PA1072 04.12.2012
Kursbeginn 9:00 Uhr
Kursende ca. 16:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den eintägigen Kurs 389,- € (zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news

22
Allgemeine und 3D-Zellkultur
1.8 Cell Culture Lab Compact Course
Content and Learning Objective
This course introduces you to the basic techniques of cell culture work. Most of the
time, beginners in the cell culture field can only acquire the basic knowledge they
need by reproducing what their colleagues do. General lab standards, which are vital
for the comparability of test results, are frequently missing. This course gives you an
overview over the most important aspects of cell culture and helps you to standardize
crucial protocols to ensure the reliability of your results.
The theoretical part includes:
Aseptic working techniques
Cell culture routine techniques
Cell counts and vitality stains
The practical part includes:
Thawing of cells
Subcultivation of cells
Freezing of cells
Target Group
Technical and scientific staff members with limited cell culture experience who would
like to intensify or refresh their knowledge.
Teacher
Dr. Nicole Kühl began her academic career at the Technical University of Karlsruhe in
1988. In 1991, she transferred to the University of Bremen where she completed her
Ph.D. in cell and molecular biology studying the cell cycle and heat shock proteins.
Dr. Kühl then began her post-doctorate work at the University and University Hospital
of Groningen in the Netherlands, where she specialized in research related to multiple
sclerosis and worked with primary glial cells. From 2005, she continued her work at
Jacobs University Bremen, where she led a research group and lectured in biochemistry
and cell biology. Since 2008, Dr. Kühl has been the head of the PromoCell
Academy and has taught cell culture courses.
Recommended continuative courses
Aseptic Technique (p.19), Cell Culture Trouble Shooting (p.24), Quality Management
in Cell Culture Labs (p.27)
Dates
Please contact us for the actual course date.
Beginning of the course: 9:00 a.m.
End of the course: approx. 4:30 p.m.
Number of participants
The number of participants is limited to max. 8 persons in order to ensure the
best possible learning climate.
Participation fee
The fee for 1 day training amounts to 389 € (plus VAT).
Are you interested in an in-house training session?
Please just get in touch with us.

Allgemeine und 3D-Zellkultur 23
1.9 Zellkultur Trouble Shooting
Inhalte und Lernziele
Dieser Kurs vermittelt Ihnen Kenntnisse und sichere Methoden zur Vermeidung und
zur Ursachenermittlung von schlechtem Zellwachstum und anderen gravierenden Problemen
in der Zellkulturroutine. Im Praxisteil analysieren Sie die häufigsten Ursachen
von schlechtem Zellwachstum, dazu gehören u. a. Anwendungsfehler beim Trypsinieren,
Einfrieren, Auftauen und bei der Aussaat genauso wie Fehler bei der Handhabung
von Zellkulturmedien. Darüber hinaus lernen Sie, Kontaminationen frühzeitig zu
erkennen bzw. durch entsprechende Vorgehensweisen im Vorfeld zu verhindern und
die gezielte Ursachenforschung durch lückenlose Dokumentation zu ermöglichen.
Im theoretischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Grundlagen der sterilen Arbeitstechnik
Routinemethoden in der Zellkultur
Inhaltsstoffe von Medien und deren Verwendung
Bestimmung der Zellzahl und Vitalität
Kontaminationen in der Zellkultur
Erarbeitung eines trouble shooting guides
Dokumentation
Cell banking
Der Praxisteil umfasst unter anderem:
Auftauen von Zellen mit und ohne Fehlerprovokation
Subkultivieren von Zellen mit und ohne Fehlerprovokation
Einfrieren von Zellen mit und ohne Fehlerprovokation
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter mit Vorkenntnissen
in der Zellkultur und praktischen Erfahrungen.
Dozent
Dr. Ute Liegibel studierte an der Universität Heidelberg. Anschließend promovierte sie
am DKFZ in Heidelberg und arbeitete dort als Post-Doc in der Abteilung Toxikologie
und Krebsrisikofaktoren. Von 1998 bis 2000 war sie als wissenschaftliche Assistentin
am Lehrstuhl für Ernährungstoxikologie der Uni Jena tätig und arbeitete im Anschluss
fünf Jahre als wissenschaftliche Angestellte im Bereich Molekulare Ursachen der Osteoporose
an der Uniklinik Heidelberg. Seit April 2005 ist sie bei der PromoCell GmbH als
Produktspezialistin Zellkultur tätig und wechselte 2010 in die Position Manager Training
& Education.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich direkt vor oder nach diesem Kurs:
Pipettiertechnik - Good Pipetting Practice (S.77)
Termine
PA1111 07.03. – 09.03.2012
PA1112 23.05. – 25.05.2012
PA1113 17.10. – 19.10.2012
Aktuelle Zusatzkurse und
freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den dreitägigen Kurs 990,- €
(zzgl. MwSt.).

24
Allgemeine und 3D-Zellkultur
1.10 Cell Culture Trouble Shooting
Content and Learning Objective
This course provides you with knowledge and methods to avoid cell culture problems
such as slow cell growth, reduced survival after thawing, and contaminations. You
will be introduced to documentation and standardization as tools to optimize cell
culturing. In the practical part, we will analyze the effects of the most common mistakes
in routine cell culture, e.g., false protocols and use of material while trypsinizing,
freezing, thawing, and splitting cells as well as mistakes resulting from misuse of cell
culture media. Furthermore, you will be trained to recognize contaminations early and
to avoid them by adopting certain standard procedures.
The theoretical part includes:
Basics of sterile working techniques
Routine methods in cell culture
Components of media and their use
Cell counting and viability testing
Contaminations in cell cultures
Development of a trouble shooting guide
Documentation
Cell banking
The practical part contains
Thawing of cells with and without error provocation
Subcultivation of cells with and without error provocation
Freezing of cells with and without error provocation
Target Group
Technical and scientific staff members with cell culture experience.
Teacher
Dr. Ute Liegibel graduated with a Masters Diploma in Biological Sciences and a PhD
from the University of Heidelberg. She continued her scientific career as a Research
Assistant in the field of genetic toxicology at the DKFZ in Heidelberg and the Institute
of Nutritional Science in Jena. From 2000-2005 Dr. Liegibel was a Post-Doctoral Researcher
at the University Hospital in Heidelberg. In April 2005, she joined PromoCell
where she started in Technical Customer Support. She is now „Manager of Training
and Education“ for PromoCell and is responsible for Product Training of staff members
and the maintenance of the online PromoCell knowledgebase.
Recommended continuative course
Quality Management in Cell Culture Labs (p.27)
Dates
Please contact us for the actual course date.
Beginning of the course on the first day: 9:00 a.m.
End of the course on the last day: approx. 3:30 p.m.
Number of participants
The number of participants is limited to max. 8 persons in order to ensure the
best possible learning climate.
Participation fee
The fee for 3 days training amounts to 990 € (plus VAT).
Are you interested in an in-house training session?
Please just get in touch with us.

Allgemeine und 3D-Zellkultur 25
1.11 Etablierung serumfreier Zellkulturen Basiskurs
Theorie
Inhalte und Lernziele
In den meisten Fällen wird in der Routinezellkultur Medium mit Serumzusatz verwendet.
Durch die Zugabe von Serum werden notwendige Hormone und Wachstumsfaktoren,
Anheftungsfaktoren und Komponenten der extrazellulären Matrix,
Bindungs- und Transportproteine, Plasmalipide, sowie Vitamine in das Kulturmedium
eingebracht. Die Zugabe von Serum birgt aber - als undefinierter Mediumzusatz -
eine Menge Nachteile. Die quantitative Zusammensetzung, sowohl der einzelnen
Serumarten wie auch der jeweiligen Chargen ein und derselben Serumart, unterliegt
starken Schwankungen. Hinzu kommt noch die mögliche Kontamination durch Viren,
Mycoplasmen oder Prionen. Aufgrund der vielen Nachteile von serumhaltigem Medium
werden seit längerer Zeit Medien angeboten, die keinen Serumzusatz benötigen.
Der Nachteil, der sich daraus ergibt, ist, dass die Zellen erst an das neue Medium
adaptiert werden müssen.
In diesem Theoriekurs bekommen Sie das nötige Wissen um diese Probleme zu bewältigen
und lernen folgendes:
Medien und deren Inhaltsstoffe
Seren und deren Inhaltsstoffe
Wann ist serumfreie Zellkultur notwendig
Problematik des Serumentzugs
Protokolle zur Adaptation und back-up Erstellung
Adaptierte Zelllinien
Serumfreies Einfrieren
Überblick über das Angebot an serumfreien Medien
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter mit Vorkenntnissen
in der Zellkultur.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich direkt vor oder nach diesem Kurs:
Qualitätsmanagement in der Zellkultur (S.26)
Termine
PA1131 04.09.2012
Kursbeginn 9:00 Uhr
Kursende ca. 16:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 12 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den eintägigen Kurs 439,- € (zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news

26
Allgemeine und 3D-Zellkultur
1.12 Qualitätsmanagement in der Zellkultur
Theorie
Inhalte und Lernziele
Standards in der Zellkultur zu definieren, wird oftmals als sehr schwierig empfunden
und ihre Etablierung daher oftmals aufgeschoben. Standards sind jedoch eine
unabdingbare Voraussetzung, um nachvollziehbare, objektive und reproduzierbare
Ergebnisse zu erhalten und um dauerhaft Kontaminationen zu vermeiden. In diesem
Kurs lernen Sie, Standardprozesse in der Zellkultur nach aktuellen Qualitätsrichtlinien
durchzuführen. Obwohl GMP und GLP Standards nicht zentraler Punkt in diesem
Kurs sind, wird die Standardisierung u.a. in Form von SOPs dargestellt und orientiert
sich an den Richtlinien von cGLP / cGMP.
Themenschwerpunkte dieses Theoriekurses sind:
Standardisierung von Routinemethoden z.B. Passagieren, Einfrieren und
Auftauen von Zellen
Überprüfung auf Kontaminationen mit Schwerpunkt Mycoplasmen
Qualitätskontrolle von Reagenzien in der Zellkultur, z.B. FCS
Vermeidung von Kreuzkontaminationen
Methoden zur Charakterisierung von Zellen
Sicherstellung gleichbleibender Qualität von Zelllinien
Cell banking
GMP- und GLP-Kurse finden Sie im Kapitel Qualitätsmanagement.
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter mit Vorkenntnissen
in der Zellkultur, die die Qualität ihrer Zellkulturen verbessern wollen, aber nicht
unter GMP- oder GLP-Bedingungen arbeiten.
Dozent
Dr. Nicole Kühl studierte Biologie an der TU Karlsruhe und an der Universität Bremen,
wo sie als Zell- und Molekularbiologin im Themengebiet Zellzyklus und Hitzeschockproteine
promovierte. Anschließend wechselte sie an die Universität und das Akademische
Krankenhaus Groningen, Niederlande. Dort spezialisierte sie sich auf therapieorientierte
Fragestellungen zum Thema Multiple Sklerose und begann mit primären Gliazellen zu
arbeiten. Diese Forschung setzte sie auch an der Jacobs University Bremen fort, wo
sie eine Arbeitsgruppe leitete und als Dozentin im Hauptfach „Biochemistry and Cell
Biology“ unterrichtete. Seit 2008 ist Dr. Kühl Leiterin der PromoCell Academy und Dozentin
für Zellkulturkurse.
Kurssysteme
Folgende Kurse liegen zeitlich direkt vor oder nach diesem Kurs:
Etablierung serumfreier Zellkulturen Basiskurs (S.25), Zellbanken und Kryokonservierung
von Zellkulturen (S.30), Labormathematik Basiskurs (S.119)
Termine
PA1141 14.03. – 16.03.2012
PA1142 05.09. – 07.09.2012
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 12 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den dreitägigen Kurs 990,- € (zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news

Allgemeine und 3D-Zellkultur 27
1.13 Quality Management in Cell Culture Labs
Theory
Content and Learning Objective
Defining standards in cell culture is usually perceived as being complicated and therefore,
establishing guidelines is postponed or omitted. However, standards are an indispensable
prerequisite for gaining reliable, objective, and reproducible results and
consistently avoiding contamination. In this course, you will be trained to perform cell
culture routine methods according to current quality guidelines. Even though GMP
and GLP are not a central topic in this course, standardization will be presented e.g.,
by generating SOPs and by recommendations in line with cGLP/cGMP regulations.
Topics in this theory course are:
Standardization of cell culture routine methods such as passaging, thawing, and
freezing of cells
Contamination control with a focus on Mycoplasmas
Quality of reagents in cell culture, e.g., FCS
Prevention of cross contaminations
Methods for characterizing cells
Assurance of lasting quality of cell lines
Cell banking
Target Group
Technical and scientific staff members with cell culture experience who want to improve
the quality of their cell cultures and the reliability of their results but do not
work under GMP or GLP.
Teacher
Dr. Nicole Kühl began her academic career at the Technical University of Karlsruhe in
1988. In 1991, she transferred to the University of Bremen where she completed her
Ph.D. in cell and molecular biology studying the cell cycle and heat shock proteins.
Dr. Kühl then began her post-doctorate work at the University and University Hospital
of Groningen in the Netherlands, where she specialized in research related to multiple
sclerosis and worked with primary glial cells. From 2005, she continued her work at
Jacobs University Bremen, where she led a research group and lectured in biochemistry
and cell biology. Since 2008, Dr. Kühl has been the head of the PromoCell
Academy and has taught cell culture courses.
Dates
Please contact us for the actual course date.
Beginning of the course on the first day: 9:00 a.m.
End of the course on the last day: approx. 3:30 p.m.
Number of participants
The number of participants is limited to max. 12 persons in order to ensure
the best possible learning climate.
Participation fee
The fee for 3 days training amounts to 990 € (plus VAT).
Are you interested in an in-house training session?
Please just get in touch with us.

28
Allgemeine und 3D-Zellkultur
1.14 Zellkultur unter GMP
neu
Theorie
Inhalte und Lernziele
In den geltenden Regularien für GMP gibt es bisher nur wenige und eher unspezifische
Aussagen zur Zellkultur unter GMP. Die Festlegung von Standards und die spezifische
Erstellung von SOPs unterscheiden sich daher von Firma zu Firma sehr stark.
Dieser Kurs gibt Ihnen einen Überblick und weist auf zellkulturspezifische kritische
Punkte bei der Umsetzung von GMP Richtlinien hin.
Themenschwerpunkte dieses Theoriekurses sind:
Überblick über die geltenden Richtlinien
Kritische Punkte für die Zellkultur
Validierung in der Zellkultur
Dokumentation in der Zellkultur
SOPs in der Zellkultur generell
SOPs für Routinemethoden in der Zellkultur
Cell banking
Sicherstellung gleichbleibender Qualität von Zelllinien
Kontaminationskontrollen und Mycoplasmentests
Allgemeine GMP- und GLP-Kurse finden Sie im Kapitel Qualitätsmanagement.
Zielgruppe
Technische Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter sowie Laborleiter mit Vorkenntnissen in
der Zellkultur, die in ihrem Labor Zellkulturen unter GMP-Bedingungen lagern, kultivieren
und analysieren wollen.
Dozenten
Dr. Ralf Sanzenbacher ist stellvertretender Leiter des Fachgebiets Somatische Zelltherapeutika
und Tissue Engineering am Paul Ehrlich Institut (PEI). Er ist zuständig für
Qualitäts- und präklinische Fragestellungen im Rahmen der Erteilung von Herstellungserlaubnissen,
klinischen Prüfungen sowie Zulassungsverfahren über die europäische
Arzneimittelagentur EMA.
Dr. Björn Breth von Greiner BioOne ist Produktmanager für Pharmalösungen zum
Mycoplasmennachweis und sitzt in der FDA und PDA Kommision Mykoplasmen.
Dr. Herbert Weindorf von der Messer Group arbeitet seit über 20 Jahren im GMPregulierten
Umfeld und ist langjähriger Dozent zu verschiedenen GMP Themen.
Dr. Nicole Kühl ist die Leiterin der PromoCell Academy, Dozentin für Zellkulturkurse
und Qualitätsmanagementseminare und im Bereich Zellkulturconsulting für unsere
Industriekunden zuständig.
Kurssysteme
Folgende Kurse liegen zeitlich direkt vor oder nach diesem Kurs:
Einrichtung eines Zellkulturlabors (S.17), Mikrobiologische Qualitätskontrolle (S.114)
Termine
PA1251 08.02. – 10.02.2012
PA1252 26.11. – 28.11.2012
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 12 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den dreitägigen Kurs 1.049,- € (zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.

Allgemeine und 3D-Zellkultur 29
1.15 Mycoplasmen–Nachweis, Prävention und Eliminierung neu
Inhalte und Lernziele
Dieser Kurs vermittelt Ihnen die notwendigen Kenntnisse, um Kontaminationen durch
Bakterien und Mycoplasmen in der Zellkultur frühzeitig zu erkennen, sowie praktikable
Verfahren zu deren Prävention und Eliminierung in der täglichen Routinearbeit.
Neben den Auswirkungen auf die wissenschaftliche oder industrielle Arbeit werden
Kontaminationswege und Nachweisverfahren beschrieben. Ferner werden Verfahren
zur Entfernung von Mycoplasmen aus Kulturen diskutiert.
Im theoretischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Ursachen von Kontaminationen mit Mycoplasmen
Auswirkungen von Kontaminationen auf die Zellkultur
Maßnahmen zur Prävention, Erkennung und Eliminierung von Kontaminationen
Mycoplasmennachweismethoden
Im praktischen Teil wird der Nachweis von Mycoplasmen mittels PCR erlernt.
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter mit Grundkenntnissen
in der Zellkultur.
Dozent
Nach seinem Diplom in Biologie promovierte Dr. Björn Breth am Institut für Biotechnologie
und Wirkstoff-Forschung in Kaiserslautern. Im Anschluss entwickelte er molekulare
Testsysteme zum High-Throughput Screening für die Biotechnologie und pharmazeutische
Industrie. Danach wechselte er zur Greiner Bio-One GmbH und ist dort verantwortlich
für die Entwicklung von bakteriellen, viralen und humanen Identifikationssystemen.
Außerdem ist er Mitglied der FDA und PDA Mykoplasmen Arbeitsgruppen.
Kurssysteme
Folgende Kurse liegen zeitlich direkt vor oder nach diesem Kurs:
DNA Sequenzierung Labor-Kurs (S.96), STR-Analyse: Vaterschaftstests, Pränatal-
Diagnostik und Nachweis von Kreuzkontamination in der Zellkultur (S.97)
Termine
PA1161 06.03.2012
PA1162 17.09.2012
Kursbeginn 9:30 Uhr
Kursende ca. 17:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den eintägigen Kurs 389,- € (zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news

30
Allgemeine und 3D-Zellkultur
1.16 Zellbanken und Kryokonservierung von Zellkulturen
Theorie
Inhalte und Lernziele
In diesem eintägigen Seminar erlernen Sie die Optimierung und Standardisierung der
Prozesse Einfrieren, Lagern und Auftauen von eukaryotischen Zellen. Eingegangen
wird in diesem Kurs besonders auf praktische Probleme und wie diese vermieden werden
können, sowie den Aufbau und die Struktur des professionellen cell bankings.
Der Schwerpunkt liegt auf folgenden Themen:
Qualitätskontrolle der Vorkultur
Parameter des Einfrierprozesses (Einfriermedium, Zelldichte und Abkühlrate)
Parameter der Lagerung (Lagerungsbedingungen und Zellbank-Struktur)
Parameter des Auftauprozesses (Temperatur, Geschwindigkeit der Erwärmung)
Struktur der Datenbank
Vitalitätsbestimmung
Standardisierung
Trouble shooting
Im praktischen Teil werden Temperaturprofile von zwei Einfriermethoden erstellt und
verglichen.
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter, die eukaryotische
Zellen erfolgreich einfrieren und auftauen möchten oder den Prozess optimieren wollen
und einen Einstieg ins cell banking suchen.
Dozenten
Dr. Christoph Giese studierte an den Universitäten Gießen und Frankfurt Biologie.
Von 1994 bis 2000 war er wissenschaftlicher Mitarbeiter am Institut für Biochemie. Im
Jahr 2000 wechselte er zur Firma ProBioGen und leitet dort die Gruppen Zellselektion,
Primärzellkultur und Tissue Engineering. Seit 2006 ist er Bereichsleiter für “Cell and
Tissue Services“ bei der Firma ProBioGen.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich direkt vor oder nach diesem Kurs:
Qualitätsmanagement in der Zellkultur (S.26)
Termine
PA1171 13.03.2012
Kursbeginn 9:00 Uhr
Kursende ca. 16:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 12 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den eintägigen Kurs 439,- € (zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.

Allgemeine und 3D-Zellkultur 31
1.17 Hypoxiemodelle in vitro
Inhalte und Lernziele
Störungen der Durchblutung gehören zu den häufigsten Krankheiten unserer Zeit und
sind deshalb Gegenstand zahlreicher medizinischer Forschungsprojekte. Der infolge
der Minderdurchblutung auftretende Mangel an Sauerstoff und Nährstoffen führt in
den betroffenen Geweben oft zur Zellschädigung bis hin zum Zelltod. Im Gewebe des
Herzmuskels und im Zentralnervensystem ist diese Schädigung irreversibel. In anderen
Zelltypen kommt es hingegen zu einer Aktivierungs-Reaktion. Um die unterschiedlichen
Reaktionen und die zugrunde liegenden Mechanismen zu untersuchen, sind
geeignete in vitro Modelle der Ischämie notwendig. Ziele des Kurses sind die Vermittlung
theoretischer Grundlagen zu Hypoxie in Zelllinien und primären Zellkulturen, die
Darstellung verschiedener in vitro Hypoxiemodelle, sowie die Einführung in geeignete
Messmethoden zur Detektion von Schädigungen.
Der theoretische Teil umfasst:
Hypoxierelevante Faktoren in der Zellkultur
Hypoxiemodelle mit und ohne Kammer
Vergleich der Hypoxie in Zelllinien, primären Zellkulturen und
postmitotischen Zellen
Modellierung der Hypoxiebedingungen
Methoden zur Bestimmung des Zellschadens
Der praktische Teil beinhaltet:
Hypoxie-Induktion ohne Hypoxiekammer
Vergleich von Zelltypen, u.a. primäre Neuronen und Endothelzellen
Auswertung der Effekte über LDH oder MTT-Assays
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter mit soliden Grundkenntnissen in Zellkultur
und Zellbiologie.
Dozent
Dr. Dorette Freyer studierte an der Karl-Marx-Universität Leipzig Biologie mit einem
Abschluss in Tierphysiologie. Seit 1993 arbeitet sie in der Experimentellen Neurologie
der Charité in Berlin, promovierte dort mit einem Thema zur bakteriellen Meningitis
und arbeitet seit 2000 als Leiterin des Zellkulturlabors mit verschiedenen in vitro Modellen
zur Schlaganfallforschung.
Termine
Aktuelle Termine bitte anfragen
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 749,- € (zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news

32
Allgemeine und 3D-Zellkultur
1.18 3D-Zellkultur Basiskurs
Inhalte und Lernziele
Viele Fragestellungen, z. B. welchen Einfluss die dreidimensionale Anordnung auf die
Zellfunktionen hat oder wie verschiedene Zelltypen miteinander interagieren, können
nicht mit 2D-Zellkulturen beantwortet werden. Dafür benötigt man 3D-Zellkulturen,
die im Vergleich zu 2D-Zellkulturen die in vivo Situation genauer simulieren und daher
die Übertragbarkeit der Ergebnisse erhöhen.
Im theoretischen Teil werden unter anderem folgende Themen behandelt:
Vergleich verschiedener 3D-Modelle
3D-Modelle aus mehreren Zelltypen
Trägermaterialien
Auswertung von 3D-Experimenten
Leistungsfähigkeit von 3D-Modellen
Der Praxisteil umfasst:
Untersuchung des Transports über eine zelluläre Barriere anhand eines
3D-Blut-Hirn-Schranke-Modells
Interaktion von zwei Zelltypen in einem 3D-Zellkultursystem
Herstellung einer 3D-Anordnung von Zellen in Kultur mit Hilfe eines
Sphäroid-Angiogenese-Modells
Auswertung der 3D-Zellkulturmodelle
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter mit Vorkenntnissen
in der Zellkultur, die dreidimensionale Zellkulturmodelle in ihrem Labor etablieren
möchten.
Dozent
Dr. Bernhard Pelzer studierte in Tübingen Biologie und promovierte anschließend an
der Technischen Universität in Darmstadt. Von 2001 bis 2005 war er Leiter der Zellkultur-Abteilung
bei der Firma Esplora und hat dort ein porcines Blut-Hirn-Schranke-
Modell entwickelt. Seit Juni 2005 ist er bei der PromoCell GmbH für Forschung und
Entwicklung im Bereich Primäre Zellkultur verantwortlich.
Empfohlene Aufbaukurse
Sphäroidkultur (S.33), Angiogenese-Modelle (S.34), Hautmodelle (S.36)
Termine
PA1191 21.11. – 23.11.2012
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den dreitägigen Kurs 990,- € (zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news

Allgemeine und 3D-Zellkultur 33
1.19 Sphäroidkultur
Inhalte und Lernziele
Dieser Kurs vermittelt Ihnen spezifische Kenntnisse, um in Ihrem Zellkulturlabor Versuche
zur Bildung von Zellsphäroiden und deren weitere funktionelle und histologische
Charakterisierung durchführen zu können. Im Kurs erhalten Sie einen theoretischen
Einblick in die Aufgaben und Funktionen des Endothels, die Mechanismen der Blutgefäßbildung,
die Bedeutung der Blutgefäße für das Tumorwachstum sowie in zelluläre
Interaktionsmechanismen von Tumoren mit dem vaskulären System. Im praktischen
Teil bekommen Sie eine umfassende Einweisung in die Herstellung und Kultivierung
von Endothel- und Tumorzellsphäroiden und deren weitere Charakterisierung.
Im theoretischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Definition von Sphäroiden
Vorteile und Anwendungsmöglichkeiten in der Forschung
Grundlegende Mechanismen der Blutgefäßbildung
Zelluläre Interaktionen zwischen Endothelzellen und Tumorzellen
Einsatzmöglichkeiten der Sphäroidkultur in vitro und in vivo
Der Praxisteil umfasst:
Herstellung von Endothelzellsphäroiden mittels „hanging drop“ Technik
Herstellung von Tumorzellsphäroiden mittels „hanging drop“ Technik
Einbettung von Sphäroiden in Kollagengele
Stimulation der Sphäroide mit Aktivatoren und Inhibitoren
Quantifizierung
Histologische Charakterisierung der Zellsphäroide
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter mit soliden
Grundkenntnissen in der Zellkultur und der funktionellen Charakterisierung von Endothelzellen
und Tumorzellen.
Dozent
Priv.-Doz. Dr. Jens Kroll studierte in Halle Biochemie und fertigte anschließend seine
Promotionsarbeit an der Universität Ulm auf dem Gebiet der vaskulären Biologie und
Angiogenese an. Während seines Post-Doc Aufenthalts in Dallas beschäftigte er sich
mit der Entwicklung des vaskulären Systems und setzte anschließend seine Arbeit
an der Klinik für Tumorbiologie in Freiburg als Gruppenleiter fort. Heute ist er Nachwuchsgruppenleiter
und Dozent an der medizinischen Fakultät Mannheim der Universität
Heidelberg. Er arbeitet aktuell mit seinen Mitarbeitern an der Entwicklung und
Funktion von Gefäßzellen in der Physiologie und Pathophysiologie des Menschen.
Empfohlener Aufbaukurs
Angiogenese-Modelle (S.34)
Termine
PA1201 05.06. – 06.06.2012
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 679,- € (zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.

34
Allgemeine und 3D-Zellkultur
1.20 Angiogenese-Modelle
Inhalte und Lernziele
In diesem Kurs erhalten Sie detaillierte Hintergrundinformationen über die Regulation
der Angiogenese unter physiologischen und pathologischen Bedingungen sowie über
Aufgaben und Funktionen des Endothels. Darüber hinaus werden Sie eine detaillierte
praktische Anleitung zur Etablierung und Anwendung von Angiogenese-Modellen
auf Basis der Verwendung humaner venöser Nabelschnur-Endothelzellen (HUVEC)
erhalten.
Im theoretischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Die Endothelzelle in vivo und in vitro
Teilschritte der Angiogenese
Tumorangiogenese und anti-angiogene Therapiekonzepte
Eignung und Einsatzgebiete von Angiogenese-Modellen in vitro und in vivo
Der Praxisteil umfasst jeweils den Ansatz, die Durchführung und die Auswertung der
folgenden Assays:
Dreidimensionaler Sphäroid-basierter Angiogenese-Assay
Lateraler Endothelzell-Migrations-Assay
Endothelzell-Transmigrations-Assay
Tube formation-Assay
Proliferations-Assay
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter der Biologie und
Medizin mit guten Grundkenntnissen in Zellbiologie und Zellkultur.
Dozent
Dr. Thomas Korff studierte in Marburg Humanbiologie und promovierte auf dem
Gebiet der Angiogeneseforschung in Göttingen. 2001 wechselte er in die Abteilung
“Vaskuläre Biologie und Angiogeneseforschung“ der Klinik für Tumorbiologie nach
Freiburg. 2003 setzte Dr. Korff seine Karriere als Juniorprofessor in der Abteilung
“Herz und Kreislaufphysiologie“ des Physiologischen Instituts der Universität Göttingen
fort. 2005 wechselte er an das Institut für Physiologie und Pathophysiologie
der Universität Heidelberg, wo er als Arbeitsgruppenleiter Grundlagenforschung auf
dem Gebiet der vaskulären Biologie betreibt.
Termine
PA1211 29.02. – 02.03.2012
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den dreitägigen Kurs 990,- € (zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news

Allgemeine und 3D-Zellkultur 35
1.21 Blut-Hirn-Schranke-Modelle
Inhalte und Lernziele
Die Blut-Hirn-Schranke ist eine dynamische Nahtstelle zwischen Blut und Gehirn. Sie
versorgt das Gehirn mit Nährstoffen, reguliert die für eine optimale Funktion notwendige
Homöostase und schützt das Gehirn vor toxischen Substanzen. Die Blut-
Hirn-Schranke wird von den mikrovaskulären Endothelzellen der zerebralen Kapillaren
gebildet. Um die Permeabilität von Therapeutika über die Blut-Hirn-Schranke
bestimmen zu können oder ihre Funktionsweise zu analysieren sind robuste in vitro
Systeme notwendig. In diesem Kurs lernen Sie die Funktionsweise und Handhabung
eines solchen Blut-Hirn-Schranke in vitro Modells kennen.
Der theoretische Kursteil besteht aus:
Aufbau und Funktion der Blut-Hirn-Schranke
Bestehende in vitro Blut-Hirn-Schranke-Modelle
Anforderungen an ein Blut-Hirn-Schranke-Modell in Forschung und Entwicklung
(z.B. Dichte)
In der Praxis bestehen folgende Themenschwerpunkte:
Isolierung und Kultivierung von mikrovaskulären Gehirnendothelzellen
Herstellung eines Mono- und Co-Kultur Blut-Hirn-Schranke-Modells
Messung der Dichtigkeit im Blut-Hirn-Schranke-Modell
Trouble shooting
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter mit guten Grundkenntnissen
in Zellbiologie und Zellkultur.
Dozent
Dr. Bernhard Pelzer studierte in Tübingen Biologie und promovierte anschließend an
der Technischen Universität in Darmstadt. Von 2001 bis 2005 war er Leiter der Zellkultur-Abteilung
bei der Firma Esplora und hat dort ein porcines Blut-Hirn-Schranke-
Modell entwickelt. Seit Juni 2005 ist er bei der PromoCell GmbH für Forschung und
Entwicklung im Bereich Primäre Zellkultur verantwortlich.
Termine
Aktuelle Termine bitte anfragen
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den dreitägigen Kurs 990,- € (zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news

36
Allgemeine und 3D-Zellkultur
1.22 Hautmodelle neu 3D-in vitro-Hautmodelle gewinnen als Ersatz für Tierversuche in der Kosmetik- und
Inhalte und Lernziele
Pharmaindustrie immer mehr an Bedeutung und Tests für Hautkorrosion und Hautirritation
sind bereits validiert. Welche Hautmodelle im Markt existieren, welchen
Verwendungszweck sie haben und welche therapeutischen Applikationen es gibt, erfahren
Sie in diesem Kurs. Da Hautmodelle komplexe Anforderungen an die Kultivierungsbedingungen
stellen, erhalten Sie außerdem das Basiswissen, um ein Hautmodell
in Ihrem Labor zu entwickeln. Ferner lernen Sie die Handhabung eines Hautmodells
und die Auswertemöglichkeiten kennen.
Im theoretischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Aufbau und Funktionen der menschlichen Haut
Dermale und epitheliale Zellen
Anforderungen an ein Hautmodell
Übersicht über unterschiedliche Hautmodelle und Produktionstechnologien
Materialien, Matrices und Medien
Applikation von Epithelzellen
Kultivierung und Handhabung von Hautäquivalenten
Read-out Systeme und Analysemethoden
Der Demo- und Praxisteil umfasst:
Ansetzen eines Dermisäquivalents
Aussaat von Keratinozyten in spezielle Zellkultur-Inserts
Handhabung von Hautmodellen (Medienwechsel)
Ansetzen von Hautmodellen im hängenden Tropfen
Demo des Airlift eines epidermalen Hautmodells
Demo einer Korrosionstestung gemäß OECD Guideline TG431
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter mit soliden
Grundkenntnissen in Zellkultur und Zellbiologie sowie praktischer Erfahrung.
Dozent
Dr. Peter Frost studierte an der Universität Bonn Biologie und promovierte am Institut
für Mikrobiologie und Biotechnologie. Danach war er für diverse Life-Science
Unternehmen in den Bereichen Sales und Marketing tätig. 3D-Zellkultursysteme
(3D-Hautmodelle, 3D-Lebersysteme bis hin zu 3D-Tumormodellen) für in vitro und
präklinische Anwendungen stellen seit 2003 einen Schwerpunkt seiner beruflichen
Tätigkeit dar. Seit 2009 berät er mit seinem Unternehmen FROST LIFESCIENCE Startup
Unternehmen in den Bereichen Sales und Marketing.
Kurssysteme
Folgende Kurse liegen zeitlich direkt vor oder nach diesem Kurs:
OECD Guidelines und REACH-Richtlinien für Hautmodelle (S.79), Immunhistochemie
Färbemethoden (S.106)
Termine
PA1231 26.09. – 27.09.2012
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 979,- € (zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news

Foto: Andrew Cowin
Heiliger Nepomuk
Die Statue des Brückenpatrons Johannes von Nepomuk stürzte beim Hochwasser
1784 in den Neckar – und konnte geborgen werden. Nach diesem Sturz vom achten
Brückenbauwerk erhielt der Heilige einen neuen Platz am nördlichen Ufer und behält
die mittlerweile neunte Brücke von dort im Blick. Dass die ersten acht Brücken, die den
Neckar überspannten, einigen Katastrophen zum Opfer fielen, liegt jedoch nicht an
seiner Nachlässigkeit, sondern eher an deren Bauweise: das heutige Bauwerk wurde
1788 als erstes aus Stein, alle anderen aus Holz, gebaut.

38
Primärzellkultur und adulte Stammzellen
2
2.1
Primärzellkultur und adulte Stammzellen
Primärzellkultur Basiskurs. ............. 39
2.2 Primärkultur aus Tumorgewebe ......... 40
2.3 Kardiomyozyten .................... 41
2.4 Mikro- und Makrovaskuläre
Endothelzellen. ..................... 42
2.5 HUVEC ........................... 43
2.6 Lymphatische Endothelzellen .......... 44
2.7 Glatte Muskelzellen. ................. 45
2.8 Keratinozyten ...................... 46
2.9 Melanozyten ....................... 47
2.10 Osteoblasten und Chondrozyten ........ 48
2.11 Hepatozyten ....................... 49
2.12 Nierenepithelzellen .................. 50
2.13 Hämatopoetische Stammzellen . ........ 51
2.14 Mesenchymale Stammzellen . .......... 52

Primärzellkultur und adulte Stammzellen 39
2.1 Primärzellkultur Basiskurs
Inhalte und Lernziele
Primärzellen haben eine sehr hohe biologische Relevanz und lösen daher Zelllinien
in vielen Bereichen zunehmend als Modellsystem ab. Allerdings können Fehler bei
den Routinetätigkeiten zu niedrigen Anheftungsraten oder verlangsamtem Wachstum
führen. Ferner kann Zellstress die Ergebnisse von Experimenten beeinflussen.
In diesem Kurs lernen Sie die kritischen Schritte kennen und diese zu optimieren.
Außerdem vermittelt er die gängigsten Techniken zur Isolierung von primären Zellen
aus humanem Gewebe: Explantattechnik und enzymatische Isolationstechnik werden
exemplarisch vorgestellt und die kritischen Punkte der Isolationen werden erläutert.
Die Charakterisierung der Primärzellen mit Hilfe von zelltyp-spezifischen Markern
ist darüber hinaus einer der wichtigsten Faktoren für einen Rückschluss auf das ursprüngliche
Gewebe. Wir versorgen Sie mit Tipps und Tricks, wie und wann Sie eine
Charakterisierung der Kulturen durchführen und wie Sie Kontaminationen mit Fremdzellen
vermeiden bzw. identifizieren.
Im theoretischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Einführung in die Primärzellkultur
Routinemethoden in der Primärzellkultur
Bioethik, Beschaffung von Gewebe
Isolation, Reinigung und Charakterisierung von primären Zellen
Kontaminationen in der Zellkultur
Der Praxisteil umfasst:
Auftauen und Subkultivieren von primären Zellen
Enzymatische Isolation von primären Zellen
Herstellung von Explantaten
Aufreinigung von Zellen mittels beads-Technologie
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter mit Grundkenntnissen
in der Zellkultur und praktischer Erfahrung, die ihr Wissen im Bereich Primärzellkultur
erweitern möchten.
Dozent
Dr. Ute Liegibel studierte an der Universität Heidelberg. Anschließend promovierte sie
am DKFZ in Heidelberg und arbeitete dort als Post-Doc in der Abteilung Toxikologie
und Krebsrisikofaktoren. Von 1998 bis 2000 war sie als wissenschaftliche Assistentin
am Lehrstuhl für Ernährungstoxikologie der Uni Jena tätig und arbeitete im Anschluss
fünf Jahre als wissenschaftliche Angestellte im Bereich Molekulare Ursachen der Osteoporose
an der Uniklinik Heidelberg. Seit April 2005 ist sie bei der PromoCell GmbH als
Produktspezialistin Zellkultur tätig und wechselte 2010 in die Position Manager Training
& Education.
Termine
PA2011 22.03. – 23.03.2012
PA2012 15.11. – 16.11.2012
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 679,- € (zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.

40
Primärzellkultur und adulte Stammzellen
2.2 Primärkultur aus Tumorgewebe
Inhalte und Lernziele
Seit der Charakterisierung der ersten humanen Tumorzelllinie, HeLa (1951), sind unzählige
Zelllinien etabliert worden. Heute ist ein breites Spektrum an Tumorzellen in
Zellbanken verfügbar. In diesem Kurs erlernen und trainieren Sie grundlegende Techniken
für die Arbeit mit bereits etablierten, kontinuierlich wachsenden Tumorzelllinien.
Außerdem lernen Sie die Methoden zum erfolgreichen Ansetzen von Primärkulturen
aus Tumor-Gewebe, um daraus neue Zelllinien oder kontinuierliche Zelllinien zu entwickeln.
Auf Methoden zur Trennung der Tumorzellen von unerwünschten Fibroblasten,
Methoden der Charakterisierung und der Kryokonservierung wird detailliert
eingegangen.
Der Praxisteil umfasst:
Kultivierung von adhärenten Tumorzelllinien
Primärkultur aus Tumorgewebe
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter mit Grundkenntnissen
in der Zellkultur.
Dozent
A.o. Prof. Dr. Roswitha Pfragner studierte in Wien Biologie und promovierte am Institut
für Tumorbiologie/Krebsforschung. Sie arbeitete am Institut für Histologie und
Embryologie der Universität Graz auf dem Gebiet der Tumorzellbiologie. Von 1972 bis
1975 war sie Laborleiterin für Zellkultur am Sandoz Forschungsinstitut Wien (heute
Novartis). Sie begründete die Abteilung für Zellkultur am Institut für Pathophysiologie
der Medizinischen Universität Graz und habilitierte im Fach Pathophysiologie. Ihre
Forschungsschwerpunkte sind die Multiple Endokrine Neoplasie, Drug Resistance,
Apoptose und die Etablierung von Tumorzelllinien. Sie publizierte das Methodenbuch
„Culture of Human Tumor Cells“.
Termine
PA2111 13.11. – 14.11.2012
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 679,- € (zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news

Primärzellkultur und adulte Stammzellen 41
2.3 Kardiomyozyten
Praxis-Fokus
Inhalte und Lernziele
Primäre humane Kardiomyozyten in Kultur haben noch viele Eigenschaften und Marker
die sie auch in vivo aufweisen. Zellkulturexperimente und Analysen mit primären
Kardiomyozyten liefern daher für bio-medizinische Fragestellungen relevantere Ergebnisse
als entsprechende Untersuchungen mit immortalisierten Zelllinien.
Auf der anderen Seite stellen Kardiomyozyten, wie alle primären Zellen, aber höhere
Anforderungen an die Kulturbedingungen und haben längere Populationsverdopplungszeiten
im Vergleich zu den meisten Zelllinien. In diesem Kurs lernen Sie den optimalen
Umgang mit Kardiomyozyten im Zellkulturlabor, damit Sie erfolgreich arbeiten
können und aussagekräftige Ergebnisse erzielen.
Der Kurs ist ein reiner Praxiskurs, in dem Sie folgende Zellkulturarbeiten selbst durchführen
werden:
Auftauen von Kardiomyozyten
Subkultivieren von Kardiomyozyten
Beurteilung der Zellmorphologie
Einfrieren von Kardiomyozyten
Tipps und Tricks im Umgang mit Kardiomyozyten
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter mit soliden
Grundkenntnissen in der Zellkultur.
Dozent
Die Kursdozenten sind in der PromoCell Entwicklungsabteilung für die Etablierung
und Optimierung von Zellkulturbedingungen zuständig bzw. kümmern sich im
technischen Kundensupport um praxisrelevante Probleme bei der Kultivierung von
primären Zellen. Sie sind Profis in diesem Bereich und gehen mit ihrer Erfahrung und
ihrem praktischen Know-how ganz individuell auf Ihre Bedürfnisse und Fragen zur
Kardiomyozytenkultivierung ein. Ihr Ziel ist es, Ihnen zu helfen, schnell zu optimalen
Zellkulturergebnissen zu kommen.
Termine
Die Kurstermine können individuell abgestimmt werden.
Bitte kontaktieren Sie uns.
Kursbeginn (am ersten Tag) 12:00 Uhr
Kursende (am zweiten Tag) ca. 13:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den eineinhalbtägigen Kurs 259,- €
(zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news

42
Primärzellkultur und adulte Stammzellen
2.4 Mikro- und Makrovaskuläre Endothelzellen
Praxis-Fokus
Inhalte und Lernziele
Primäre humane Endothelzellen in Kultur haben noch viele Eigenschaften und Marker
die sie auch in vivo aufweisen. Zellkulturexperimente und Analysen mit primären
Endothelzellen liefern daher für bio-medizinische Fragestellungen relevantere Ergebnisse
als entsprechende Untersuchungen mit immortalisierten Zelllinien.
Auf der anderen Seite stellen Endothelzellen, wie alle primären Zellen, aber höhere
Anforderungen an die Kulturbedingungen und haben längere Populationsverdopplungszeiten
im Vergleich zu den meisten Zelllinien. In diesem Kurs lernen Sie den optimalen
Umgang mit Endothelzellen im Zellkulturlabor, damit Sie erfolgreich arbeiten
können und aussagekräftige Ergebnisse erzielen.
Der Kurs ist ein reiner Praxiskurs, in dem Sie folgende Zellkulturarbeiten selbst durchführen
werden:
Auftauen von Endothelzellen
Subkultivieren von Endothelzellen
Beurteilung der Zellmorphologie
Einfrieren von Endothelzellen
Tipps und Tricks im Umgang mit Endothelzellen
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter mit soliden
Grundkenntnissen in der Zellkultur.
Dozent
Die Kursdozenten sind in der PromoCell Entwicklungsabteilung für die Etablierung
und Optimierung von Zellkulturbedingungen zuständig bzw. kümmern sich im
technischen Kundensupport um praxisrelevante Probleme bei der Kultivierung von
primären Zellen. Sie sind Profis in diesem Bereich und gehen mit ihrer Erfahrung und
ihrem praktischen Know-how ganz individuell auf Ihre Bedürfnisse und Fragen zur
Endothelzellenkultivierung ein. Ihr Ziel ist es, Ihnen zu helfen, schnell zu optimalen
Zellkulturergebnissen zu kommen.
Termine
Die Kurstermine können individuell abgestimmt werden.
Bitte kontaktieren Sie uns.
Kursbeginn (am ersten Tag) 12:00 Uhr
Kursende (am zweiten Tag) ca. 13:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den eineinhalbtägigen Kurs 259,- €
(zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.

Primärzellkultur und adulte Stammzellen 43
2.5 HUVEC
Praxis-Fokus
Inhalte und Lernziele
Primäre Human Umbilical Vein Endothelial Cells (HUVEC) in Kultur haben noch viele
Eigenschaften und Marker die sie auch in vivo aufweisen. Zellkulturexperimente und
Analysen mit primären HUVEC liefern daher für bio-medizinische Fragestellungen relevantere
Ergebnisse als entsprechende Untersuchungen mit immortalisierten Zelllinien.
Auf der anderen Seite stellen HUVEC, wie alle primären Zellen, aber höhere Anforderungen
an die Kulturbedingungen und haben längere Populationsverdopplungszeiten
im Vergleich zu den meisten Zelllinien. In diesem Kurs lernen Sie den optimalen
Umgang mit HUVEC im Zellkulturlabor, damit Sie erfolgreich arbeiten können und
aussagekräftige Ergebnisse erzielen.
Der Kurs ist ein reiner Praxiskurs, in dem Sie folgende Zellkulturarbeiten selbst durchführen
werden:
Auftauen von HUVEC
Subkultivieren von HUVEC
Beurteilung der Zellmorphologie
Einfrieren von HUVEC
Tipps und Tricks im Umgang mit HUVEC
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter mit soliden
Grundkenntnissen in der Zellkultur.
Dozent
Die Kursdozenten sind in der PromoCell Entwicklungsabteilung für die Etablierung
und Optimierung von Zellkulturbedingungen zuständig bzw. kümmern sich im
technischen Kundensupport um praxisrelevante Probleme bei der Kultivierung von
primären Zellen. Sie sind Profis in diesem Bereich und gehen mit ihrer Erfahrung und
ihrem praktischen Know-how ganz individuell auf Ihre Bedürfnisse und Fragen zur
Kultivierung von HUVEC ein. Ihr Ziel ist es, Ihnen zu helfen, schnell zu optimalen
Zellkulturergebnissen zu kommen.
Termine
Die Kurstermine können individuell abgestimmt werden.
Bitte kontaktieren Sie uns.
Kursbeginn (am ersten Tag) 12:00 Uhr
Kursende (am zweiten Tag) ca. 13:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den eineinhalbtägigen Kurs 259,- €
(zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news

44
Primärzellkultur und adulte Stammzellen
2.6 Lymphatische Endothelzellen
Praxis-Fokus
Inhalte und Lernziele
Primäre humane lymphatische Endothelzellen in Kultur haben noch viele Eigenschaften
und Marker die sie auch in vivo aufweisen. Zellkulturexperimente und Analysen
mit lymphatischen Endothelzellen liefern daher für bio-medizinische Fragestellungen
relevantere Ergebnisse als entsprechende Untersuchungen mit immortalisierten Zelllinien.
Auf der anderen Seite stellen lymphatische Endothelzellen, wie alle primären
Zellen, aber höhere Anforderungen an die Kulturbedingungen und haben längere
Populationsverdopplungszeiten im Vergleich zu den meisten Zelllinien. In diesem Kurs
lernen Sie den optimalen Umgang mit lymphatischen Endothelzellen im Zellkulturlabor,
damit Sie erfolgreich arbeiten können und aussagekräftige Ergebnisse erzielen.
Der Kurs ist ein reiner Praxiskurs, in dem Sie folgende Zellkulturarbeiten selbst durchführen
werden:
Auftauen von lymphatischen Endothelzellen
Subkultivieren von lymphatischen Endothelzellen
Beurteilung der Zellmorphologie
Einfrieren von lymphatischen Endothelzellen
Tipps und Tricks im Umgang mit lymphatischen Endothelzellen
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter mit soliden
Grundkenntnissen in der Zellkultur.
Dozent
Die Kursdozenten sind in der PromoCell Entwicklungsabteilung für die Etablierung
und Optimierung von Zellkulturbedingungen zuständig bzw. kümmern sich im
technischen Kundensupport um praxisrelevante Probleme bei der Kultivierung von
primären Zellen. Sie sind Profis in diesem Bereich und gehen mit ihrer Erfahrung und
ihrem praktischen Know-how ganz individuell auf Ihre Bedürfnisse und Fragen zur
Kultivierung von lymphatischen Endothelzellen ein. Ihr Ziel ist es, Ihnen zu helfen,
schnell zu optimalen Zellkulturergebnissen zu kommen.
Termine
Die Kurstermine können individuell abgestimmt werden.
Bitte kontaktieren Sie uns.
Kursbeginn (am ersten Tag) 12:00 Uhr
Kursende (am zweiten Tag) ca. 13:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den eineinhalbtägigen Kurs 259,- €
(zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.

Primärzellkultur und adulte Stammzellen 45
2.7 Glatte Muskelzellen
Praxis-Fokus
Inhalte und Lernziele
Primäre glatte Muskelzellen in Kultur haben noch viele Eigenschaften und Marker
die sie auch in vivo aufweisen. Zellkulturexperimente und Analysen mit glatten Muskelzellen
liefern daher für bio-medizische Fragestellungen relevantere Ergebnisse als
entsprechende Untersuchungen mit immortalisierten Zelllinien.
Auf der anderen Seite stellen glatte Muskelzellen, wie alle primären Zellen, aber
höhere Anforderungen an die Kulturbedingungen und haben längere Populationsverdopplungszeiten
im Vergleich zu den meisten Zelllinien. In diesem Kurs lernen Sie
den optimalen Umgang mit glatten Muskelzellen im Zellkulturlabor, damit Sie erfolgreich
arbeiten können und aussagekräftige Ergebnisse erzielen.
Der Kurs ist ein reiner Praxiskurs, in dem Sie folgende Zellkulturarbeiten selbst durchführen
werden:
Auftauen von glatten Muskelzellen
Subkultivieren von glatten Muskelzellen
Beurteilung der Zellmorphologie
Einfrieren von glatten Muskelzellen
Tipps und Tricks im Umgang mit glatten Muskelzellen
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter mit soliden
Grundkenntnissen in der Zellkultur.
Dozent
Die Kursdozenten sind in der PromoCell Entwicklungsabteilung für die Etablierung
und Optimierung von Zellkulturbedingungen zuständig bzw. kümmern sich im
technischen Kundensupport um praxisrelevante Probleme bei der Kultivierung von
primären Zellen. Sie sind Profis in diesem Bereich und gehen mit ihrer Erfahrung und
ihrem praktischen Know-how ganz individuell auf Ihre Bedürfnisse und Fragen zur
Kultivierung von glatten Muskelzellen ein. Ihr Ziel ist es, Ihnen zu helfen, schnell zu
optimalen Zellkulturergebnisse zu kommen.
Termine
Die Kurstermine können individuell abgestimmt werden.
Bitte kontaktieren Sie uns.
Kursbeginn (am ersten Tag) 12:00 Uhr
Kursende (am zweiten Tag) ca. 13:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den eineinhalbtägigen Kurs 259,- €
(zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news

46
Primärzellkultur und adulte Stammzellen
2.8 Keratinozyten
Praxis-Fokus
Inhalte und Lernziele
Primäre humane Keratinozyten in Kultur haben noch viele Eigenschaften und Marker
die sie auch in vivo aufweisen. Zellkulturexperimente und Analysen mit primären
Keratinozyten liefern daher für bio-medizische Fragestellungen relevantere Ergebnisse
als entsprechende Untersuchungen mit immortalisierten Zelllinien.
Auf der anderen Seite stellen Keratinozyten, wie alle primären Zellen, aber höhere
Anforderungen an die Kulturbedingungen und haben längere Populationsverdopplungszeiten
im Vergleich zu den meisten Zelllinien. In diesem Kurs lernen Sie den
optimalen Umgang mit Keratinozyten im Zellkulturlabor, damit Sie erfolgreich arbeiten
können und aussagekräftige Ergebnisse erzielen.
Der Kurs ist ein reiner Praxiskurs, in dem Sie folgende Zellkulturarbeiten selbst durchführen
werden:
Auftauen von Keratinozyten
Subkultivieren von Keratinozyten
Beurteilung der Zellmorphologie
Einfrieren von Keratinozyten
Tipps und Tricks im Umgang mit Keratinozyten
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter mit soliden
Grundkenntnissen in der Zellkultur.
Dozent
Die Kursdozenten sind in der PromoCell Entwicklungsabteilung für die Etablierung
und Optimierung von Zellkulturbedingungen zuständig bzw. kümmern sich im
technischen Kundensupport um praxisrelevante Probleme bei der Kultivierung von
primären Zellen. Sie sind Profis in diesem Bereich und gehen mit ihrer Erfahrung und
ihrem praktischen Know-how ganz individuell auf Ihre Bedürfnisse und Fragen zur
Keratinozytenkultivierung ein. Ihr Ziel ist es, Ihnen zu helfen, schnell zu optimalen
Zellkulturergebnisse zu kommen.
Termine
Die Kurstermine können individuell abgestimmt werden.
Bitte kontaktieren Sie uns.
Kursbeginn (am ersten Tag) 12:00 Uhr
Kursende (am zweiten Tag) ca. 13:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den eineinhalbtägigen Kurs 259,- €
(zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.

Primärzellkultur und adulte Stammzellen 47
2.9 Melanozyten
Praxis-Fokus
Inhalte und Lernziele
Primäre humane Melanozyten in Kultur haben noch viele Eigenschaften und Marker
die sie auch in vivo aufweisen. Zellkulturexperimente und Analysen mit primären
Melanozyten liefern daher für bio-medizinische Fragestellungen relevantere Ergebnisse
als entsprechende Untersuchungen mit immortalisierten Zelllinien.
Auf der anderen Seite stellen Melanozyten, wie alle primären Zellen, aber höhere
Anforderungen an die Kulturbedingungen und haben längere Populationsverdopplungszeiten
im Vergleich zu den meisten Zelllinien. In diesem Kurs lernen Sie den
optimalen Umgang mit Melanozyten im Zellkulturlabor, damit Sie erfolgreich arbeiten
können und aussagekräftige Ergebnisse erzielen.
Der Kurs ist ein reiner Praxiskurs, in dem Sie folgende Zellkulturarbeiten selbst durchführen
werden:
Auftauen von Melanozyten
Subkultivieren von Melanozyten
Beurteilung der Zellmorphologie
Einfrieren von Melanozyten
Tipps und Tricks im Umgang mit Melanozyten
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter mit soliden
Grundkenntnissen in der Zellkultur.
Dozent
Die Kursdozenten sind in der PromoCell Entwicklungsabteilung für die Etablierung
und Optimierung von Zellkulturbedingungen zuständig bzw. kümmern sich im
technischen Kundensupport um praxisrelevante Probleme bei der Kultivierung von
primären Zellen. Sie sind Profis in diesem Bereich und gehen mit ihrer Erfahrung und
ihrem praktischen Know-how ganz individuell auf Ihre Bedürfnisse und Fragen zur
Melanozytenkultivierung ein. Ihr Ziel ist es, Ihnen zu helfen, schnell zu optimalen
Zellkulturergebnissen zu kommen.
Termine
Die Kurstermine können individuell abgestimmt werden.
Bitte kontaktieren Sie uns.
Kursbeginn (am ersten Tag) 12:00 Uhr
Kursende (am zweiten Tag) ca. 13:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den eineinhalbtägigen Kurs 259,- €
(zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news

48
Primärzellkultur und adulte Stammzellen
2.10 Osteoblasten und Chondrozyten
Praxis-Fokus
Inhalte und Lernziele
Primäre humane Osteoblasten und Chondrozyten in Kultur haben noch viele Eigenschaften
und Marker die sie auch in vivo aufweisen. Zellkulturexperimente und
Analysen mit primären Osteoblasten und Chondrozyten liefern daher für bio-medizinische
Fragestellungen relevantere Ergebnisse als entsprechende Untersuchungen mit
immortalisierten Zelllinien.
Auf der anderen Seite stellen Osteoblasten und Chondrozyten, wie alle primären
Zellen, aber höhere Anforderungen an die Kulturbedingungen und haben längere
Populationsverdopplungszeiten im Vergleich zu den meisten Zelllinien. In diesem Kurs
lernen Sie den optimalen Umgang mit Osteoblasten und Chondrozyten im Zellkulturlabor,
damit Sie erfolgreich arbeiten können und aussagekräftige Ergebnisse erzielen.
Der Kurs ist ein reiner Praxiskurs, in dem Sie folgende Zellkulturarbeiten selbst durchführen
werden:
Auftauen von Osteoblasten und Chondrozyten
Subkultivieren von Osteoblasten und Chondrozyten
Beurteilung der Zellmorphologie
Einfrieren von Osteoblasten und Chondrozyten
Tipps und Tricks im Umgang mit Osteoblasten und Chondrozyten
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter mit soliden
Grundkenntnissen in der Zellkultur.
Dozent
Die Kursdozenten sind in der PromoCell Entwicklungsabteilung für die Etablierung
und Optimierung von Zellkulturbedingungen zuständig bzw. kümmern sich im
technischen Kundensupport um praxisrelevante Probleme bei der Kultivierung von
primären Zellen. Sie sind Profis in diesem Bereich und gehen mit ihrer Erfahrung und
ihrem praktischen Know-how ganz individuell auf Ihre Bedürfnisse und Fragen zur
Kultivierung von Osteoblasten und Chondrozyten ein. Ihr Ziel ist es, Ihnen zu helfen,
schnell zu optimalen Zellkulturergebnissen zu kommen.
Termine
Die Kurstermine können individuell abgestimmt werden.
Bitte kontaktieren Sie uns.
Kursbeginn (am ersten Tag) 12:00 Uhr
Kursende (am zweiten Tag) ca. 13:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den eineinhalbtägigen Kurs 259,- €
(zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.

Primärzellkultur und adulte Stammzellen 49
2.11 Hepatozyten
Praxis-Fokus
Inhalte und Lernziele
Primäre humane Hepatozyten in Kultur haben noch viele Eigenschaften und Marker
die sie auch in vivo aufweisen. Zellkulturexperimente und Analysen mit primären
Hepatozyten liefern daher für bio-medizinische Fragestellungen relevantere Ergebnisse
als entsprechende Untersuchungen mit immortalisierten Zelllinien.
Auf der anderen Seite stellen Hepatozyten, wie alle primären Zellen, aber höhere
Anforderungen an die Kulturbedingungen und teilen sich in Kultur nicht bzw. verlieren
ihre Marker wenn sie proliferieren. In diesem Kurs lernen Sie den optimalen Umgang
mit Hepatozyten im Zellkulturlabor, damit Sie erfolgreich arbeiten können und aussagekräftige
Ergebnisse erzielen.
Der Kurs ist ein reiner Praxiskurs, in dem Sie folgende Zellkulturarbeiten selbst durchführen
werden:
Auftauen von Hepatozyten
Beurteilung der Zellmorphologie
Einfrieren von Hepatozyten
Tipps und Tricks im Umgang mit Hepatozyten
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter mit soliden
Grundkenntnissen in der Zellkultur.
Dozent
Die Kursdozenten sind in der PromoCell Entwicklungsabteilung für die Etablierung
und Optimierung von Zellkulturbedingungen zuständig bzw. kümmern sich im
technischen Kundensupport um praxisrelevante Probleme bei der Kultivierung von
primären Zellen. Sie sind Profis in diesem Bereich und gehen mit ihrer Erfahrung und
ihrem praktischen Know-how ganz individuell auf Ihre Bedürfnisse und Fragen zur
Hepatozytenkultivierung ein. Ihr Ziel ist es, Ihnen zu helfen, schnell zu optimalen
Zellkulturergebnissen zu kommen.
Termine
Die Kurstermine können individuell abgestimmt werden.
Bitte kontaktieren Sie uns.
Kursbeginn (am ersten Tag) 12:00 Uhr
Kursende (am zweiten Tag) ca. 13:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den eineinhalbtägigen Kurs 259,- €
(zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news

50
Primärzellkultur und adulte Stammzellen
2.12 Nierenepithelzellen
Praxis-Fokus
Inhalte und Lernziele
Primäre humane Nierenepithelzellen in Kultur haben noch viele Eigenschaften und
Marker die sie auch in vivo aufweisen. Zellkulturexperimente und Analysen mit
primären Nierenepithelzellen liefern daher für bio-medizinische Fragestellungen
relevantere Ergebnisse als entsprechende Untersuchungen mit immortalisierten Zelllinien.
Auf der anderen Seite stellen Nierenepithelzellen, wie alle primären Zellen, aber höhere
Anforderungen an die Kulturbedingungen und haben längere Populationsverdopplungszeiten
im Vergleich zu den meisten Zelllinien. In diesem Kurs lernen Sie den
optimalen Umgang mit Nierenepithelzellen im Zellkulturlabor, damit Sie erfolgreich
arbeiten können und aussagekräftige Ergebnisse erzielen.
Der Kurs ist ein reiner Praxiskurs, in dem Sie folgende Zellkulturarbeiten selbst durchführen
werden:
Auftauen von Nierenepithelzellen
Subkultivieren von Nierenepithelzellen
Beurteilung der Zellmorphologie
Einfrieren von Nierenepithelzellen
Tipps und Tricks im Umgang mit Nierenepithelzellen
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter mit soliden
Grundkenntnissen in der Zellkultur.
Dozent
Die Kursdozenten sind in der PromoCell Entwicklungsabteilung für die Etablierung
und Optimierung von Zellkulturbedingungen zuständig bzw. kümmern sich im
technischen Kundensupport um praxisrelevante Probleme bei der Kultivierung von
primären Zellen. Sie sind Profis in diesem Bereich und gehen mit ihrer Erfahrung und
ihrem praktischen Know-how ganz individuell auf Ihre Bedürfnisse und Fragen zur
Kultivierung von Nierenepithelzellen ein. Ihr Ziel ist es, Ihnen zu helfen, schnell zu
optimalen Zellkulturergebnissen zu kommen.
Termine
Die Kurstermine können individuell abgestimmt werden.
Bitte kontaktieren Sie uns.
Kursbeginn (am ersten Tag) 12:00 Uhr
Kursende (am zweiten Tag) ca. 13:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den eineinhalbtägigen Kurs 259,- €
(zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.

Primärzellkultur und adulte Stammzellen 51
2.13 Hämatopoetische Stammzellen
Praxis-Fokus
Inhalte und Lernziele
Hämatopoetische Stammzellen in Kultur haben noch viele Eigenschaften und Marker
die sie auch in vivo aufweisen. Zellkulturexperimente und Analysen mit hämato-poetischen
Stammzellen liefern daher für bio-medizinische Fragestellungen relevantere
Ergebnisse als entsprechende Untersuchungen mit immortalisierten Zelllinien.
Auf der anderen Seite stellen hämatopoetische Stammzellen, wie alle primären Zellen,
aber höhere Anforderungen an die Kulturbedingungen und haben längere Populationsverdopplungszeiten
im Vergleich zu den meisten Zelllinien. In diesem Kurs lernen
Sie den optimalen Umgang mit hämatopoetischen Stammzellen im Zellkulturlabor,
damit Sie erfolgreich arbeiten können und aussagekräftige Ergebnisse erzielen.
Der Kurs ist ein reiner Praxiskurs, in dem Sie folgende Zellkulturarbeiten selbst durchführen
werden:
Auftauen von hämatopoetischen Stammzellen
Subkultivieren von hämatopoetischen Stammzellen
Beurteilung der Zellmorphologie
Einfrieren von hämatopoetischen Stammzellen
Tipps und Tricks im Umgang mit hämatopoetischen Stammzellen
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter mit soliden
Grundkenntnissen in der Zellkultur.
Dozent
Die Kursdozenten sind in der PromoCell Entwicklungsabteilung für die Etablierung
und Optimierung von Zellkulturbedingungen zuständig bzw. kümmern sich im technischen
Kundensupport um praxisrelevante Probleme bei der Kultivierung von primären
Zellen. Sie sind Profis in diesem Bereich und gehen mit ihrer Erfahrung und ihrem
praktischen Know-how ganz individuell auf Ihre Bedürfnisse und Fragen zur Kultivierung
von hämatopoetischen Stammzellen ein. Ihr Ziel ist es, Ihnen zu helfen, schnell
zu optimalen Zellkulturergebnissen zu kommen.
Termine
Die Kurstermine können individuell abgestimmt werden.
Bitte kontaktieren Sie uns.
Kursbeginn (am ersten Tag) 12:00 Uhr
Kursende (am zweiten Tag) ca. 13:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den eineinhalbtägigen Kurs 259,- €
(zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news

52
Primärzellkultur und adulte Stammzellen
2.14 Mesenchymale Stammzellen
Praxis-Fokus
Inhalte und Lernziele
Mesenchymale Stammzellen in Kultur haben noch viele Eigenschaften und Marker die
sie auch in vivo aufweisen. Zellkulturexperimente und Analysen mit mesenchymalen
Stammzellen liefern daher für bio-medizinische Fragestellungen relevantere Ergebnisse
als entsprechende Untersuchungen mit immortalisierten Zelllinien.
Auf der anderen Seite stellen mesenchymale Stammzellen, wie alle primären Zellen,
aber höhere Anforderungen an die Kulturbedingungen und haben längere Populationsverdopplungszeiten
im Vergleich zu den meisten Zelllinien. In diesem Kurs lernen
Sie den optimalen Umgang mit mesenchymalen Stammzellen im Zellkulturlabor, damit
Sie erfolgreich arbeiten können und aussagekräftige Ergebnisse erzielen.
Der Kurs ist ein reiner Praxiskurs, in dem Sie folgende Zellkulturarbeiten selbst durchführen
werden:
Auftauen von mesenchymalen Stammzellen
Subkultivieren von mesenchymalen Stammzellen
Beurteilung der Zellmorphologie
Einfrieren von mesenchymalen Stammzellen
Tipps und Tricks im Umgang mit mesenchymalen Stammzellen
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter mit soliden
Grundkenntnissen in der Zellkultur.
Dozent
Die Kursdozenten sind in der PromoCell Entwicklungsabteilung für die Etablierung
und Optimierung von Zellkulturbedingungen zuständig bzw. kümmern sich im
technischen Kundensupport um praxisrelevante Probleme bei der Kultivierung von
primären Zellen. Sie sind Profis in diesem Bereich und gehen mit ihrer Erfahrung und
ihrem praktischen Know-how ganz individuell auf Ihre Bedürfnisse und Fragen zur
Kultivierung von mesenchymalen Stammzellen ein. Ihr Ziel ist es, Ihnen zu helfen,
schnell zu optimalen Zellkulturergebnissen zu kommen.
Termine
Die Kurstermine können individuell abgestimmt werden.
Bitte kontaktieren Sie uns.
Kursbeginn (am ersten Tag) 12:00 Uhr
Kursende (am zweiten Tag) ca. 13:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den eineinhalbtägigen Kurs 259,- €
(zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.

Foto: Andrew Cowin
Heidelberg
Eine der schönsten Städte Deutschlands – das können Sie nach einem Besuch bei uns
sicherlich bestätigen. Besucher aus aller Welt werden von dem harmonischen Ensemble
von Schloss, Altstadt und Fluss inmitten der Berge angezogen. Dichter und Maler
der Romantik ließen sich hier inspirieren. Heidelberg ist die älteste Universitätsstadt
in Deutschland. Auf 130.000 Einwohner kommen heutzutage 27.000 Studenten aus
aller Herren Länder – und die prägen das Leben dieser Stadt.

54
Zellanalyse und Signaling
3
3.1
Zellanalyse und Signaling
Real Time Zellanalyse . . . . . . . . . . . . . . . . 55
3.2 Transfektion und Reportergenanalyse . ... 56
3.3 Zellviabilitäts-, Proliferations- und
Toxizitätstests ...................... 57
3.4 Apoptose-Assay Labor-Kompaktkurs .... 58
3.5 Zytotoxizitäts- und Mutagenitäts-Tests ... 59
3.6 Chemotaxis adhärenter Säugerzellen .... 60
3.7 Zellkultur in Flusskammern ............ 61
3.8 Durchflusszytometrie ................ 62
3.9 Signaltransduktion .................. 63
3.10 Lipid Rafts ......................... 64
3.11 Oxidativer Stress ................... 65
3.12 Cell Normalization Using Adhesive
Micropatterns . ..................... 66

Zellanalyse und Signaling 55
3.1 Real Time Zellanalyse
neu
Inhalte und Lernziele
Die Verwendung markierungsfreier Zellassays wurde in den letzten Jahren immer populärer.
In diesem Kurs erlangen Sie das Grundwissen über real time und zellbasierte
in vitro Assays für die Laborpraxis. Sowohl Zelllinien als auch primäre Zellen können
mit diesen Systemen in einem physiologischen Umfeld charakterisiert werden.
Im theoretischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Metabolismus und Stoffwechsel von Zellen, insbesondere die Bedeutung von
glycolytischer und respiratorischer Aktivität
Bedeutung und Anwendungen der Impedanzmessung
Geräte zur real time und markierungsfreien Messung des Stoffwechsels von
Zellen (bioenergetics)
Anwendungen, Auswertung und Datenanalyse
Im Praxisteil werden mit adhärenten Zellen und Suspensionszelllinien folgende Tests
durchgeführt:
Aufbau und Durchführung eines Experimentes mit dem Bionas ® 2500 analyzing
system, mit adhärenten Zellen und einer Suspensionszelllinie – Monitoring
toxischer Effekte von Substanzen
Aufbau und Durchführung einer real time Impedanzmessung
Vergleich mit herkömmlichen Endpunktassays
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter mit soliden
Grundkenntnissen in der Zellbiologie und Zellkultur.
Dozent
Dr. Stefanie Ortinau studierte an der Universität Kaiserslautern und promovierte an
der Universität Frankfurt am Main im Bereich Zell- und Neurobiologie. Danach setzte
sie ihre Forschung während eines Auslandsaufenthalts am Howard Florey Institute in
Melbourne fort. Zurück in Deutschland war sie Arbeitsgruppenleiterin an der Universität
Rostock mit dem Fokus Stammzell- und in vitro Technologien. Seit Juni 2009 ist
Dr. Ortinau Leiterin der Biologie und Applikationsentwicklung bei der Bionas GmbH.
Termine
PA3131 16.02. – 17.02.2012
PA3132 30.10. – 31.10.2012
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 749,- € (zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news

56
Zellanalyse und Signaling
3.2 Transfektion und Reportergenanalyse
Inhalte und Lernziele
Der Begriff Transfektion umfasst zahlreiche Verfahren mit deren Hilfe Nukleinsäuren
in eukaryotische Zellen eingeschleust werden. Um möglichst viele Zielzellen zu erreichen,
müssen hierbei Zelltyp, Vektorsystem und Transfektionsmethode aufeinander
abgestimmt werden. In der anschließenden Reportergen-Analyse kann dann die
Transfektionsrate bestimmt werden. In diesem Kurs bekommen Sie einen Überblick
über die Vor- und Nachteile verschiedener Transfektionsverfahren, Vektorsysteme
und Reportergene und lernen, die richtige Auswahl zu treffen.
Im theoretischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Transiente und stabile Transfektion im Vergleich
Überblick über Techniken und Vektorsysteme
Parameter zur Optimierung der Transfektions-Effizienz
Besonderheiten bei der Transfektion primärer Zellen bzw. Zelllinien
Überblick über Reportergene und Reportergen-Assays
Biochemische Grundlagen der Reportergen-Aktivität
Experimentelles Design und Wahl geeigneter Systeme
Der Praxisteil umfasst:
Transiente Transfektionen von primären Zellen und Zelllinien mit verschiedenen
Verfahren (Lipofektion, Mikroporation) und verschiedenen Reporter-Plasmiden
Bestimmung der Transfektionsraten mittels verschiedener Reportergen-Assays
(Luciferase, Beta-Galaktosidase) und Fluoreszenzmikroskopie (eGFP)
Analyse verschiedener Transfektionsparameter
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter mit Grundkenntnissen
in der Zellkultur und der Molekularbiologie.
Dozent
PD Dr. Susanne Dihlmann studierte Biologie in Tübingen und promovierte 1996 am
Deutschen Krebsforschungszentrum in Heidelberg auf dem Gebiet der Kolonkarzinogenese.
Von 1997 bis 2010 war sie als wissenschaftliche Angestellte an verschiedenen
Einrichtungen im Bereich der Krebsforschung tätig und erhielt 2006 die Venia legendi
für das Fach Angewandte Tumorbiologie an der Medizinischen Fakultät Heidelberg.
Seit 2011 ist sie Leiterin einer Forschungsgruppe an der Klinik für Gefäßchirurgie in
Heidelberg. Ihr Forschungsgebiet ist die Charakterisierung von Signaltransduktionswegen
vaskulärer Erkrankungen.
Termine
PA3011 10.10. – 12.10.2012
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 13:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweieinhalbtägigen Kurs 829,- €
(zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.

Zellanalyse und Signaling 57
3.3 Zellviabilitäts-, Proliferations- und Toxizitätstests
Inhalte und Lernziele
Wie ist Zellviabilität, Zellproliferation und Zytotoxizität definiert? Kann ich Toxizität
auch mit meinem Proliferationsassay messen? Diese und weitere Fragen werden
Ihnen in diesem Kurs beantwortet. Desweiteren erlernen Sie den richtigen Umgang
mit verschiedenen Nachweissystemen und Methoden und lernen deren Einsatzmöglichkeiten
kennen.
Im Theorieteil werden Ihnen u.a. folgende Inhalte vermittelt:
Grundlagen von Viabilität und Vitalität
Relevante Parameter der Proliferation
Übersicht über gängige kolorimetrische, fluorometrische und luminometrische
Nachweismethoden
Im Praxisteil werden anschließend Versuche durchgeführt zum Nachweis von:
Zellviabilität
Zellproliferation
Zytotoxizität
Zelltod
Die Versuchsergebnisse werden während des Kurses gemeinsam ausgewertet und die
Resultate, mögliche Fehlerquellen und deren Vermeidung besprochen.
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter ohne und mit Vorkenntnissen
in Bezug auf Zellassays.
Dozent
Dr. Britt Lemke studierte nach einer Ausbildung zur Biologielaborantin in Potsdam Biologie.
2004 promovierte sie am Max-Delbrück-Centrum für Molekulare Medizin auf
dem Gebiet der Hämatopoese. Im Anschluss arbeitete sie als Post-Doc in der neurochirurgischen
Universitätsklinik Heidelberg auf den Gebieten Proteomics, Angio- und
Tumorgenese und Immuntherapie von Hirntumoren. Seit September 2008 ist sie bei
der PromoCell Academy als Labormanagerin und Dozentin tätig.
Dr. Jürgen Becker studierte in Frankfurt Biologie und promovierte am Institut für
Mikrobiologie in Frankfurt mit dem Schwerpunkt Molekularbiologie. Danach arbeitete
er drei Jahre als Post-Doc am Institut für Pharmazeutische Chemie im Biozentrum
Frankfurt. Von 1999 bis 2005 war er Produkt- und Marketingmanager bei der
Firma MoBiTec in Göttingen. Seit Januar 2006 betreut er als Produktmanager die
Produktsparte “PromoKine“ der PromoCell GmbH.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich direkt vor oder nach diesem Kurs:
Apoptose-Assay Labor-Kompaktkurs (S.58)
Termine
PA3031 14.03. – 15.03.2012
PA3032 07.11. – 08.11.2012
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 679,- € (zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news

58
Zellanalyse und Signaling
3.4 Apoptose-Assay Labor-Kompaktkurs
Inhalte und Lernziele
Im adulten Organismus ist die Proliferation und Elimination von Zellen sorgfältig ausbalanciert.
Ausgemusterte und funktionsgestörte, aber auch infizierte und entartete
Zellen werden eliminiert und durch neue ersetzt. Hierbei ist die Nekrose eher die Ausnahme
und es überwiegt der programmierte Zelltod, die Apoptose. Die Unterscheidung
zwischen Apoptose und Nekrose ist für viele Fragestellungen unumgänglich.
Im theoretischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Bedeutung der Apoptose
Morphologische und physiologische Charakteristika von gesunden,
apoptotischen und nekrotischen Zellen
Regulation der Apoptose und Apoptose-Signalkaskaden
Gängige Methoden der Apoptose-Detektion
Der Praxisteil umfasst:
Detektion und Quantifizierung apoptotischer Zellen mittels fluorometrischer
Methoden (Caspase und Annexin V-Assays)
Differenzierung apoptotischer, nekrotischer und vitaler Zellen mittels Fluoreszenzmikroskopie
Auswertung, Diskussion, trouble shooting
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter mit soliden
Grundkenntnissen in der Zellbiologie.
Dozenten
Dr. Jürgen Becker studierte in Frankfurt Biologie und promovierte am Institut für
Mikrobiologie in Frankfurt mit dem Schwerpunkt Molekularbiologie. Danach arbeitete
er drei Jahre als Post-Doc am Institut für Pharmazeutische Chemie im Biozentrum
Frankfurt. Von 1999 bis 2005 war er Produkt- und Marketingmanager bei der
Firma MoBiTec in Göttingen. Seit Januar 2006 betreut er als Produktmanager die
Produktsparte “PromoKine“ der PromoCell GmbH.
Dr. Britt Lemke studierte nach einer Ausbildung zur Biologielaborantin in Potsdam
Biologie. 2004 promovierte sie am Max-Delbrück-Centrum für Molekulare Medizin
auf dem Gebiet der Hämatopoese. Im Anschluss arbeitete sie als Post-Doc in der
neurochirurgischen Universitätsklinik Heidelberg an Proteomics, Angio- und Tumorgenese
und Immuntherapie von Hirntumoren. Seit September 2008 ist sie bei der
PromoCell Academy als Labormanagerin und Dozentin tätig.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich direkt vor oder nach diesem Kurs:
Zellviabilitäts-, Proliferations- und Toxizitätstests (S.57)
Termine
PA3041 16.03.2012
PA3042 09.11.2012
Kursbeginn 9:00 Uhr
Kursende ca. 16:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den eintägigen Kurs 389,- € (zzgl. MwSt.)
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news

Zellanalyse und Signaling 59
3.5 Zytotoxizitäts- und Mutagenitäts-Tests
Inhalte und Lernziele
Die Erforschung der Toxizität von Substanzen in Zellen und Gewebe hat in den letzten
Jahren deutlich an Gewicht gewonnen. Eine Reihe etablierter Methoden sind mittlerweile
geeignet, die toxischen Einflüsse von Substanzen aller Art auf Zellkulturen zu
untersuchen. Da die jeweilige Methode auf den Wirkungsmechanismus der jeweils zu
prüfenden Substanz zugeschnitten sein sollte, gibt es jedoch nicht die eine Methode
zur Prüfung der Zytotoxizität und Mutagenität, sondern je nach Problemstellung
verschiedene. In diesem Kurs erhalten Sie einen Überblick über einige der gängigen
Methoden.
Im theoretischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Zytotoxizitätstests
Neutral-Rot-Färbung
Koloniebildungstest (colony formation assay)
MTT-, XTT- und WST-8 Test
LDH ELISA
Mutagenitätstests
Ames Test
Mouse Lymphoma Test
HPRT Test
Mikrokern Test (micronucleus assay)
Im Praxisteil werden mit adhärenten Tumorzelllinien folgende Tests durchgeführt:
MTT oder WST-8 Test
Koloniebildungstest (colony formation assay)
Mikrokern Test
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter mit Grundkenntnissen
in der Zellkultur und der Zellbiologie.
Dozent
Dr. Beate Köberle studierte von 1982 bis 1988 Biologie an der Universität Ulm. Im
Anschluss daran promovierte sie im Themengebiet „DNA Reparatur und Mutagenese“
in der Abteilung Klinische Genetik der Universität Ulm. Danach arbeitete sie als
Post-Doc am University College (UCL) und Imperial Cancer Research Fund (ICRF)
in London auf dem Gebiet „DNA Reparatur in Hodenkrebszellen“. Diese Forschung
setzte sie auch im University of Pittsburgh Cancer Institute (UPCI) in den USA fort,
wo sie als Instructor und anschließend als Research Assistant Professor arbeitete. Seit
2006 ist Dr. Beate Köberle Projektleiterin am Institut für Toxikologie der Universität
Mainz.
Termine
PA3051 19.09. – 21.09.2012
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den dreitägigen Kurs 1.090,- €
(zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news

60
Zellanalyse und Signaling
3.6 Chemotaxis adhärenter Säugerzellen
Inhalte und Lernziele
Die gerichtete Bewegung von Zellen in Konzentrations-Gradienten (Chemotaxis) ist
ein wichtiger Prozess in vielen Bereichen der Biologie wie z.B. der Onkologie, Neurologie
und Immunologie. Chemotaxis spielt bei der hämatogenen Metastasierung ebenso
eine Rolle, wie bei der Angiogenese und Acquise von Immunzellen in entzündetem
Gewebe. In vitro Chemotaxis-Assays sind dementsprechend ein wichtiger Bestandteil
biomedizinischer Forschung.
Im Kurs werden in Theorie und Praxis am Beispiel langsam migrierender Säugerzellen
(HUVEC, HT1080) Aufbau, Handhabung und Einsatzmöglichkeiten eines Chemotaxis-
Assays gezeigt. Der praktische Teil orientiert sich an einer Kammer für langzeitstabile,
lineare Gradienten mit Zugang zu optischen Auswertungen mittels Phasenkontrastund
Fluoreszenz-Mikroskopie. Durch die Möglichkeit der Mikroskopie können neben
der Zellbewegung auch Aussagen u.a. über Morphologie, Zell-Zell-Interaktion und
Polarisation gemacht werden. Zusätzlich können biomolekulare Prozesse in der Zelle
während der Migration analysiert werden.
Im theoretischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Physikalische Grundlagen (Diffusion, Gradient, Sensitivität von Zellen)
Übersicht chemotaktischer Assays und deren Anwendung
Auswertung und Darstellung generierter Migrationsdaten
Parameter zur Charakterisierung ungerichteter und gerichteter Zellbewegung
Im praktischen Teil werden folgende Schwerpunkte erarbeitet:
Durchführung eines Beispielexperiments mit HUVEC oder HT1080
Videomikroskopie und tracking von Zellen
Analyse von Migrationsdaten
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter mit soliden Grundkenntnissen
in Zellbiologie und Zellkultur, die chemotaktische Experimente mit Zellen
im Labor etablieren möchten.
Dozent
Elias Horn studierte Biotechnologie an der Fachhochschule Mittweida. Seit 2004
arbeitet er bei der ibidi GmbH im Bereich Forschung und Entwicklung an der Umsetzung
von kundenspezifischen Trägern für in vitro Zellkulturexperimente. Er leitet
die Entwicklung chemotaktischer Assays bei ibidi.
Termine
Aktuelle Termine bitte anfragen
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 16:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 679,- € (zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news

Zellanalyse und Signaling 61
3.7 Zellkultur in Flusskammern
Inhalte und Lernziele
In vivo sind viele unterschiedliche Zelltypen mechanischem Scherstress in z.B. Blutgefäßen
ausgesetzt. Diese mechanische Stimulation spielt ebenso eine große Rolle im
physiologischen Verhalten von in vitro Zellkulturen.
Im theoretischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Physikalische Grundlagen (Flusscharakteristika, Scherkraft, Scherstress,
Viskosität)
Flussanwendungen in der Zellkultur und geeignete Geräte
Möglichkeiten zur Auswertung (Videomikroskopie, live cell imaging,
Immunfluoreszenz)
Im praktischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Aufbau und Durchführung eines Flussexperimentes am Beispiel humaner
Endothelzellen (HUVEC)
Pumpen und Flusskammern für Zellexperimente unter physiologischen
Bedingungen
Mikroskopie von Endothelzellen unter Scherstress
Immunfluoreszenz von Zellen zur Auswertung
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter mit soliden
Grundkenntnissen in Zellbiologie und Zellkultur, die Flussassays mit adhärenten Zellen
im Labor etablieren möchten.
Dozenten
Dr. Roman Zantl studierte Physik an der Technischen Universität München und promovierte
anschließend im Bereich Biophysik. Als Geschäftsführer der ibidi GmbH ist er
u.a. zuständig für Forschung und Entwicklung.
Elias Horn studierte Biotechnologie an der Fachhochschule Mittweida. Seit 2004
arbeitet er bei der ibidi GmbH im Bereich Forschung und Entwicklung an der Umsetzung
von kundenspezifischen Trägern für in vitro Zellkulturexperimente. Er leitet
die Entwicklung chemotaktischer Assays bei ibidi.
Termine
Aktuelle Termine bitte anfragen
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 679,- € (zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news

62
Zellanalyse und Signaling
3.8 Durchflusszytometrie
Inhalte und Lernziele
Im Rahmen des Kurses erhalten Sie zunächst eine ausführliche Einführung in die Technik
der Durchflusszytometrie (FACS). Wir stellen Ihnen detailliert die Funktionsweise
eines Durchflusszytometers am Beispiel eines modernen Gerätes der Firma Miltenyi
Biotec GmbH vor und bieten Ihnen einen Einblick in die gängigen Anwendungen,
u.a. den Einsatz durchflusszytometrischer Methoden in der Qualitätskontrolle von
Zellkulturen.
Im Praxisteil werden Sie folgende Messungen an verschiedenen Zellkulturen durchführen:
Zellphänotypisierung
Etablierung einer Multicolor-Analyse
Lebend und tot Unterscheidung (Vitalität) von Zellen
Volumetrische Zellzahlbestimmung
Der Kurs bietet ausreichend Zeit für praktische Übungen sowie die Erörterung Ihrer
Fragen aus der täglichen Praxis.
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter mit soliden
Grundkenntnissen in Zellkultur und Zellbiologie. Grundlegende Kenntnisse in der
Durchflusszytometrie sind von Vorteil, aber keine Voraussetzung für die Teilnahme an
diesem Kurs. Der Kurs wird exemplarisch mit einem Gerät der Firma Miltenyi Biotec
GmbH durchgeführt.
Dozenten
Dr. Stefan Schnell studierte Biologie in Mainz und Heidelberg. Danach promovierte er
am Memorial Sloan-Kettering Cancer Center in New York auf dem Gebiet der Tumorimmunologie.
Anschließend wechselte er für einen Post-Doc-Aufenthalt zur Firma
Roche in Penzberg. Seit 2001 ist er für Miltenyi Biotec tätig. Nach zwei Jahren im
Technical Support, wechselte er als Produktspezialist in den Außendienst. Seit einem
Jahr betreut er als Applikationsspezialist für Durchflusszytometrie die Verkaufsaktivitäten
um den MACSQuant.
Dr. Martin Baumgart studierte Biochemie in Berlin. Seine Doktorarbeit auf dem Gebiet
der zellulären Immunologie fertigte er am Deutschen Rheumaforschungszentrum in
Berlin an. Danach wirkte er an der Entwicklung der autologen Zelltherapie für Autoimmunkrankheiten
bei einer Biotechfirma in Berlin-Buch mit. Von 2003 bis 2007
forschte er als Post-Doc an der veterinärmedizinischen Fakultät der Cornell Universität
in Ithaca, USA, an der Modulation des Immunsystems durch regulatorische T-Zellen
und war für eine Biotechfirma in Ithaca, USA, tätig. Seit 2008 ist er für die Miltenyi
Biotec GmbH als Durchflusszytometrie Applikationsspezialist tätig.
Termine
PA3081 15.05. – 16.05.2012
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:30 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 16:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 679,- € (zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news

Zellanalyse und Signaling 63
3.9 Signaltransduktion
Inhalte und Lernziele
Theorie
Wie kommt Information von der Außenseite der Zelle in den Zellkern und auf welche
Weise wird dort nach einem externen Stimulus das Genexpressions-Programm verändert?
Die Hauptprobleme dabei sind, dass die Membran für die meisten Substanzen
semi-permeabel ist, die Distanz zwischen Membran und Nukleus überbrückt werden
muss und die richtigen Gene gleichzeitig reguliert werden müssen.
Um diese Fragen zu klären, werden im Kurs folgende Themen bearbeitet:
Bedeutung und Prinzipien der Signaltransduktion
Intrazelluläre Rezeptoren und Membranrezeptoren
Aktivierungs-Mechanismen
Second messenger und ihre Effektorenzyme
Rezeptortyrosinkinasen und G-Protein-gekoppelte Rezeptoren
Zytoplasmatische Proteinkinasen und -phosphatasen
Signal-Module (SH2-Domänen etc.)
Ausgewählte Signaltransduktionswege (Ras/Raf-MAP-Kinase-Weg,
JAK/STAT-Weg, TGF-beta-Weg)
Zellzyklus, Apoptose
Fehlerhafte Signaltransduktion und Krankheiten
Neue Therapieansätze („Signaltransduktionstherapie“)
Methoden zur Untersuchung der Signaltransduktion
Trouble shooting
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter mit soliden
Grundkenntnissen in der Zellbiologie.
Dozent
Prof. Dr. Dr. Karlheinz Friedrich hat in Bonn und Köln studiert und am Max-Planck-
Institut für Biochemie in Martinsried promoviert. Anschließend war er Post-Doc am
EMBL in Heidelberg und hat in Würzburg habilitiert. Seit 2000 ist er Leiter der Arbeitsgruppe
„Signaltransduktion“ am Institut für Biochemie des Universitätsklinikums
Jena. Außerdem ist er Mitgründer und Vorstandsmitglied der Gesellschaft für Signaltransduktion
(Signal Transduction Society; STS).
Empfohlene Aufbaukurse
Lipid Rafts (S.64), Apoptose-Assay Labor-Kompaktkurs (S.58), Zellviabilitäts-, Proliferations-
und Toxizitätstest (S.57)
Termine
PA3091 16.10.2012
Kursbeginn 9:00 Uhr
Kursende ca. 16:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 12 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den eintägigen Kurs 389,- € (zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training vor in Ihren Ort? Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.

64
Zellanalyse und Signaling
3.10 Lipid Rafts
Theorie
Inhalte und Lernziele
Lipid rafts sind in der Zytoplasmamembran eukaryotischer Zellen zu finden. Sie sind
mit Sphingolipiden und Cholesterin angereichert und bieten Proteinen in den Zellmembranen
daher ein spezielles Umfeld. Innerhalb der lipid rafts sind wichtige signalübertragende
Proteine lokalisiert. Hierzu gehören z.B. GPI-verankerte Oberflächenrezeptoren,
nicht membranassoziierte Tyrosinkinasen, G-Protein gekoppelte Rezeptoren
sowie heterotrimere G-Proteine und integrale Membranproteine. Zusätzlich finden
spezifische Interaktionen zwischen den Lipiden und speziellen Proteinen innerhalb der
lipid rafts statt. Lipid rafts sind somit an der Aktivierung von Signalprozessen beteiligt.
In diesem Kurs erhalten Sie einen Überblick über lipid rafts und deren Bedeutung für
Signalprozesse.
Es werden u.a. folgende Themen behandelt:
Biochemische Grundlagen von Lipiden und Zellmembranen
Biophysikalische Eigenschaften von lipid rafts
Zelluläre Vorgänge und Funktionen, bei denen lipid rafts eine Rolle spielen
Methoden zum Nachweis und zur Analyse von lipid rafts
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter mit soliden
Grundkenntnissen in der Molekularbiologie und der Zellbiologie.
Dozent
Prof. Carsten Watzl studierte Biologie an der Ruprecht-Karls-Universität Heidelberg.
Nach seiner Promotion am Deutschen Krebsforschungszentrum arbeitete er für drei
Jahre als Wissenschaftler an den National Institutes of Health (NIH) in Rockville, Maryland,
USA. Seit 2002 ist er Forschungsgruppenleiter am Institut für Immunologie der
Universität Heidelberg. Ein Schwerpunkt seiner Forschungsarbeit ist die Rolle von lipid
rafts für die Regulation von natürlichen Killerzellen.
Termine
PA3101 29.10.2012
Kursbeginn 9:00 Uhr
Kursende ca. 16:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 12 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den eintägigen Kurs 389,- € (zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.

Zellanalyse und Signaling 65
3.11 Oxidativer Stress
Inhalte und Lernziele
Zellulärer „oxidativer Stress“ resultiert aus einem Ungleichgewicht zwischen der Erzeugung
reaktiver Sauerstoffspezies (ROS) und der Konzentration zellulärer Schutzmoleküle
(Antioxidanzien). Eine mögliche Folge ist die oxidative Schädigung zellulärer
Bestandteile, die zum Zelltod führen kann. Ziele des Kurses sind die Vermittlung
theoretischer Grundlagen zur Biochemie von oxidativem Stress sowie im Praxisteil die
Einführung in biochemische Messmethoden.
Der Theorieteil beinhaltet:
Einführung in die Biochemie des oxidativen Stresses:
Prinzipien der metabolischen Erzeugung von ROS
Bildung von ROS unter dem Einfluss exogener Noxen
Wirkmechanismen und Reaktivität von ROS: oxidative Zellschädigung
Antioxidanzien und antioxidative Strategien
Biochemie des Glutathions
Einführung in die Messmethodik zur Bestimmung von „oxidativem Stress“ sowie
zur Analyse der Beteiligung von ROS an beobachteten biologischen Effekten:
Experimentelle Erzeugung von ROS
Methoden zur Bestimmung zellulär gebildeter ROS
Einsatz enzymatischer und nicht enzymatischer Antioxidanzien
Methoden zur Glutathionbestimmung
Der Praxisteil umfasst:
Belastung von kultivierten Zellen mit ROS erzeugenden Systemen
Umgang mit Fluoreszenzsonden zum Nachweis der Bildung von ROS
Bestimmung von Glutathion sowie von Glutathiondisulfid
Einsatz von Modulatoren des Glutathionspiegels in der Zellkultur
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter mit soliden Grundkenntnissen
in der Zellkultur und der Zellbiologie.
Dozent
Dr. Peter Schröder studierte Biologie an der Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf
und promovierte dort am Institut für physiologische Chemie I bei Prof. Dr. Helmut Sies
und Prof. Dr. Lars-Oliver Klotz zum Thema „Wirkung eines natürlichen Antioxidants
gegen oxidativen und nitrosativen Stress“. Nach Auslandsaufenthalten in Milwaukee
und Stockholm wurde er wissenschaftlicher Mitarbeiter am Institut für umweltmedizinische
Forschung an der Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf. Dort beschäftigt er
sich als Arbeitsgruppenleiter mit der Rolle von oxidativem Stress bei Signalprozessen,
die zu vorzeitigen Alterungsprozessen führen, mit besonderem Augenmerk auf die
Wirkung nicht-ionisierender Strahlung (UV, Infrarot) und die Entwicklung neuartiger
Präventionsstrategien.
Termine
PA3111 19.04. – 20.04.2012
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den für den zweitägigen Kurs 749,- €
(zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news

66
Zellanalyse und Signaling
3.12 Cell Normalization Using Adhesive Micropatterns
Content and Learning Objective
The most common cell culture method to study cell behavior under different stimuli,
is the Petri Dish or its variants in multi-well plates. These systems are easy to use
and versatile but still suffer from large cell variability. Reducing cell variability and
developing efficient image analysis methodologies are keys in reaching high quality
and reproducible results both in fundamental cell biology and in High Content Analysis
assays. This hands-on course will introduce you to a powerful technology based
on CYTOO’s adhesive micropatterns which normalize cell architecture down to their
internal organization. The course will focus on the practical aspects of cell normalization
using micropatterns in a model drug assay.
The theoretical part includes:
Control of cell architecture and behavior by cell microenvironment engineering
Introduction to CYTOO’s adhesive micropatterns
Automated image acquisition and image processing of micropatterned cells
Live Cell Imaging using micropatterns
Examples of applications using various micropatterns
Design of custom micropatterns adapted to your biological questions
Adhesive micropatterns in High Content Screening and Drug Discovery
Presentation of a case study
Reference Cell TM concept
The practical part includes:
Cell seeding experiments on adhesive micropatterns
Microscope observation of cell spreading on micropatterns
Acquisition of fluorescence microscope images on the fixed and
stained demo samples
Automated image processing and analysis (using ImageJ)
Target Group
Technical and scientific staff members with initial cell culture experience interested
in cell normalization and quantitative cell imaging and analysis; developers of HCA
cell-based assays.
Teacher
Dr. Sébastien Degot completed his Ph.D. focused on the characterization of a protein
overexpressed in breast cancer at the University Louis Pasteur (France). During his
post-doc at Harvard Medical School (Boston, USA), he developed high throughput
shRNA screens and identified kinases that are essential for lung cancer cell line survival.
Now, Dr. Degot is Senior Scientist at CYTOO where he develops applications
using micropatterns for cell toxicity studies and RNAi screening.
Dates
PA3121 22.06.2012
Beginning of the course: 9:00 a.m.
End of the course: approx. 4:30 p.m.
Number of participants
The number of participants is limited to max. 8 persons in order
to ensure the best possible learning climate.
Participation fee
The fee for 1 day training amounts to 389 € (plus VAT).
Aktuelle Additional Zusatzkurse courses and und courses freie with Seminarplätze additional auf:
spaces are listed at www.promocell-academy.com/news

Foto: Andrew Cowin
Hauptstraße
Shop until you drop und All you can eat – beides können Sie in der Heidelberger
Fußgängerzone mit ihren Seitengassen verwirklichen. Wie ein roter Faden verläuft
die quirlige Einkaufsstraße mit internationalem Publikum parallel zum Neckar. Nicht
nur Cafés, Restaurants, Kinos und Boutiquen machen einen Bummel lohnend: das
Kurpfalzmuseum mit seinen Kunstausstellungen sowie das originelle Deutsche Verpackungsmuseum
sind ebenso einen Besuch wert – am besten, wenn ein Regenguss
die Straßencafés ungemütlich macht.

68
Mikroskopie
4
4.1
Mikroskopie
Licht- und Fluoreszenzmikroskopie Basiskurs 69
4.2 Fluoreszenzmikroskopie lebender Zellen .. 70

Mikroskopie 69
4.1 Licht- und Fluoreszenzmikroskopie Basiskurs
Inhalte und Lernziele
Sowohl die Lichtmikroskopie als auch die Fluoreszenzmikroskopie zählen zu den
gängigsten Methoden in der biomedizinischen Forschung. Der Schlüssel zum erfolgreichen
Arbeiten ist der sichere Umgang mit den modernen Mikroskopen. Dieser Kurs
dient dem Erlernen oder der Auffrischung grundlegender Techniken und Anwendungsweisen
der Licht- und Fluoreszenzmikroskopie. Die Köhlersche Beleuchtung,
Hellfeld und Dunkelfeld sowie Phasenkontrast werden ebenso besprochen wie Filter
und Lichtquellen. Sie werden lernen, wie Sie optimale Ergebnisse bei maximaler Schonung
Ihres Präparates erzielen.
Im theoretischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Aufbau, Strahlengang und Funktionsweise des Mikroskops
Lichtquellen, Fluoreszenzfilter und Objektive
Schlüsselanwendungen der Lichtmikroskopie
Interpretation der Spektralkurven von Fluoreszenzfarbstoffen und Filtersätzen
Pflege und Wartung
Im Praxisteil wird mit Mikroskopen gearbeitet. Er umfasst:
Aufbau, Strahlengang, Handhabung des Mikroskops
Einstellen der Köhlerschen Beleuchtung
Einstellen von Kontrastierungsverfahren wie Hellfeld, Dunkelfeld und
Phasenkontrast
Interpretation der Spektraldaten von Filtersätzen
Pflege und Wartung
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter mit oder ohne
Vorkenntnisse, die ihre Kenntnisse im Bereich Mikroskopie auffrischen möchten.
Dozent
Dr. Rolf Käthner studierte Biologie an den Universitäten Karlsruhe und Tübingen. In
seiner Promotion an der Universität Konstanz am Lehrstuhl für Entwicklungsneurobiologie
untersuchte er die Entwicklung des Zentralnervensystems in Zebrafisch-embryonen
mittels fluoreszenzmikroskopischer Techniken. Seit 1997 ist er bei der Carl Zeiss
MicroImaging GmbH angestellt. Hier baute er die Mikroskopie Schulungszentren in
Jena und Göttingen auf und ist u.a. für die Organisation und Durchführung von Mikroskopieschulungen
verantwortlich.
Kurssysteme
Folgende Kurse liegen zeitlich direkt vor oder nach diesem Kurs:
Fluoreszenzmikroskopie lebender Zellen (S. 70), Immunhistochemie Färbemethoden
(S.106)
Termine
PA3511 19.06. – 20.06.2012
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 979,- € (zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news

70
Mikroskopie
4.2 Fluoreszenzmikroskopie lebender Zellen
Inhalte und Lernziele
Dieser Kurs vermittelt Ihnen das notwendige Hintergrundwissen für den sicheren
Umgang mit Fluoreszenzmikroskopen zur Beobachtung lebender Zellen. Sie lernen,
aus der Vielzahl der Filtersätze den richtigen für Ihre Anwendung auszuwählen, die
Fluoreszenzlampe auszutauschen und die Beleuchtung zu justieren. Nach diesem Kurs
sind Sie in der Lage, das Fluoreszenzmikroskop optimal einzusetzen, um mehr Informationen
von Ihrem Präparat zu erhalten und gleichzeitig die Belastung des Präparats
zu reduzieren.
Im theoretischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Grundlagen der Fluoreszenzmikroskopie
Aufbau des Fluoreszenzmikroskops
Fluoreszenzfilter, Objektive und Lichtquellen
Die richtige Wahl der Fluoreszenzfilter bei Mehrfachfluoreszenzfärbungen
Geeignete Laborartikel und Oberflächen
Färbe- und Markierungsverfahren lebender Zellen
Analysemethoden unter Aufrechterhaltung der physiologischen Bedingungen
Im Praxisteil werden mit Mikroskopen u.a. lebende Zellen beobachtet. Er umfasst:
Handhabung des Fluoreszenzmikroskops
Richtiger Einsatz von Fluoreszenzfiltern und Objektiven
Optimale Einstellung des Fluoreszenzmikroskops zur Beobachtung
lebender Zellen
Die richtige Wahl der Fluoreszenzfilter bei Mehrfachfluoreszenzfärbungen
Färbung lebender Zellen
Beobachtung von Bleaching Effekten
Lebendzellanalyse
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter, die ihre Kenntnisse
im Bereich der Fluoreszenzmikroskopie und Lebendzellanalyse vertiefen möchten.
Dozent
Dr. Lara Breth studierte Lebensmittelchemie an der Technischen Universität
Karlsruhe und wechselte im Rahmen ihrer Promotion in das Fachgebiet Zell- und
Molekularbiologie der Universität Stuttgart. Im Anschluss daran übernahm sie die
Arbeitsgruppenleitung des Fachgebiets Molekulare Neurobiologie. Seit 2005 ist sie als
Produktmanagerin in der Forschungs- und Entwicklungsabteilung der Firma Greiner
Bio-One tätig und u.a. für den Applikationsbereich Zellbiologie und Mikroskopie verantwortlich.
In dieser Funktion entwickelt sie innovative Laborartikel, die beispielsweise
die fluoreszenzmikroskopische Analyse lebender Zellen vereinfachen sollen.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich direkt vor oder nach diesem Kurs:
Licht- und Fluoreszenzmikroskopie Basiskurs (S.69)
Termine
PA3521 21.06.2012
Kursbeginn 9:00 Uhr
Kursende ca. 16:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um das Thema intensiv zu bearbeiten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den eintägigen Kurs 439,- € (zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news

Foto: Andrew Cowin
Heiliggeistkirche
Die bekannteste Kirche Heidelbergs prägt das Bild des lebendigen Marktplatzes am
Ende der Fußgängerzone – mitten im alten Zentrum. Mit Blick auf ihre majestätische
Fassade können Sie hier in aller Ruhe einen Latte Macchiato genießen. Das gotische
Bauwerk war Aufbewahrungsort der berühmten Bibliotheca Palatina, doch während
des 30-jährigen Krieges wurde die Sammlung von mittelalterlichen Handschriften und
Drucken geraubt und dem Papst als Geschenk überreicht.

72
Qualitätsmanagement
5
5.1
Qualitätsmanagement
GLP und QM Basiskurs . .............. 73
5.2 GMP Basiskurs. ..................... 74
5.3 GCP Basiskurs - Regulatorische Rahmenbedingungen
der klinischen Prüfung ..... 75
5.4 DIN ISO 9001: Gelebtes QM im
Laborumfeld ....................... 76
5.5 Pipettiertechnik - Good Pipetting Practice . 77
5.6 Trennungsgang in der anorganischanalytischen
Chemie Basiskurs. ......... 78
5.7 OECD Guidelines und REACH-Richtlinien
für Hautmodelle .................... 79
Theorie

Qualitätsmanagement 73
5.1 GLP und QM Basiskurs
Theorie
Inhalte und Lernziele
Was ist der Unterschied zwischen einer Arbeitsanweisung (SOP) und einer Prüfanweisung?
Was ist für eine auditfeste, transparente und rückverfolgbare Dokumentation
zu beachten? Wie läuft eine GLP-Prüfung ab? Diese und andere Fragen werden Ihnen
in diesem Kurs ausführlich beantwortet.
Der Theoriekurs umfasst u.a. die Themen:
Überblick über QM Systeme
Zertifizierung nach ISO 9001
Akkreditierung nach ISO 17025 bzw. ISO 15189
GLP (Gute Laborpraxis)
GMP (Gute Herstellungspraxis)
Arbeitsanweisungen (SOP)
Prüfanweisungen
Dokumentation
Audits
Vergleichen Sie auch mit den Kursen „Qualitätsmanagement in der Zellkultur“ (S.26)
und „Zellkultur unter GMP” (S.28).
Zielgruppe
Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter aus Laboratorien, Entwicklungs- und Prüfbereichen,
die sich mit den Anforderungen der wichtigsten Qualitätsmanagementsysteme und
deren Anwendung im Labor auf Forschungsebene vertraut machen wollen.
Dozent
Dr. Roman Klinkner hat Chemie studiert und 1986 auf dem Gebiet der HPLC promoviert.
Bis 1994 leitete er eine GLP-Prüfeinrichtung des Geschäftsbereichs Pflanzenschutz
der Bayer AG in Monheim. Seitdem ist er geschäftsführender Gesellschafter
der unabhängigen Laborberatung Klinkner & Partner in Saarbrücken mit dem Schwerpunkt
Training und Consulting im Labor, Qualitäts- und Informationsmanagement.
Termine
PA4011 02.07. – 03.07.2012
Kursbeginn (am ersten Tag) 10:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 13:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 20 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den eineinhalbtägigen Kurs 749,- €
(zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news

74
Qualitätsmanagement
5.2 GMP Basiskurs
Theorie
Inhalte und Lernziele
An die Entwicklung, Herstellung und Kontrolle von Arzneimitteln und Medizinprodukten
werden hohe Qualitätsanforderungen gestellt und nationale wie auch internationale
gesetzliche Vorgaben müssen erfüllt werden. Dieser Kurs vermittelt Ihnen eine
Übersicht über die aktuellen gesetzlichen Forderungen und Richtlinien in Europa und
den USA sowie deren Umsetzung im GMP regulierten Labor und der Produktion.
Themenschwerpunkte sind:
Gesetze und Richtlinien (z.B. EU-GMP Leitfaden, 21 CFR Parts 211, 11, GAMP5)
GMP-gerechtes Arbeiten und Dokumentieren im analytischen Labor
Anforderungen an die Produktion nach GMP Vorgaben
Rollen der Qualitätskontrolle und Qualitätssicherung in der GMP regulierten Industrie
Verifizierung, Qualifizierung und Validierung von Geräten und Prozessen im
analytischen GMP Labor und in der Produktion (z.B. GAMP5, USP ,
Annex 11 EU-GMP)
GMP gerechter Umgang mit Änderungen (change control), Abweichungen
(deviations) und Ergebnissen außerhalb der Spezifikation (OOS)
CAPA (corrective and preventive action) als Qualitätswerkzeug
Vergleichen Sie auch mit den Kursen „Qualitätsmanagement in der Zellkultur“ (S.26),
„Zellkultur unter GMP” (S.28) und „GLP und QM Basiskurs“ (S.73).
Zielgruppe
Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter, die in der regulierten Arzneimittel- oder Medizinprodukteindustrie
tätig sind. Angesprochen sind insbesondere neue Mitarbeiter mit
naturwissenschaftlicher oder technischer Ausbildung in der Produktion, Analytik,
Qualitätskontrolle, Qualitätssicherung, pharmazeutischen Entwicklung und Zulassung
sowie Zulieferer für die GMP regulierte Industrie z.B. Laborsoftware-, Rohstoff- oder
Gerätehersteller, interne und externe EDV-Dienstleister.
Dozent
Dr. Stefan Schmitz, Diplom-Chemiker, promovierte 1992 auf dem Gebiet der Analytischen
Chemie. Bis 2000 war er bei der Boehringer Ingelheim Pharma GmbH &
Co. KG in der galenischen Entwicklung, der analytischen Entwicklung und Stabilitätsprüfung,
sowie im internationalen Projektmanagement tätig. Bis 2003 war er Leiter
der Analytik eines biotechnologisch-pharmazeutischen Auftragsinstituts. Seit 2003 ist
er Geschäftsführer des Beratungsunternehmens CMC Pharma GmbH in Mannheim.
Tätigkeitsschwerpunkte sind die pharmazeutische Entwicklung, GxP Konformität,
Zulassungsverfahren und Seminare.
Kurssysteme
Folgende Kurse liegen zeitlich direkt vor oder nach diesem Kurs:
GCP Basiskurs - Regulatorische Rahmenbedingungen der klinischen Prüfung (S.75),
PCR Basiskurs (S.90), Biostatistik Basiskurs (S.121)
Termine
PA4021 14.06. – 15.06.2012
PA4022 24.09. – 25.09.2012
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 20 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 849,- € (zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.

Qualitätsmanagement 75
5.3 GCP Basiskurs - Regulatorische Rahmenbedingungen
der klinischen Prüfung
Theorie
Inhalte und Lernziele
Sie haben gerade eine neue Stellung in der klinischen Forschung angetreten oder
möchten sich beruflich, z.B. als CRA in diese Richtung orientieren? Dieses eintägige
Seminar gibt Ihnen einen praxisnahen Überblick über die aktuellen regulatorischen
Rahmenbedingungen einer klinischen Prüfung in Deutschland und der EU.
Anhand des Studienablaufes werden folgende Themengebiete behandelt:
Aktuelle rechtliche Grundlagen: AMG/MPG, ICH-GCP-Guidelines, EU-GCP-
Direktive, GCP-Verordnung (GCP-V)
Definitionen und Verantwortlichkeiten: Sponsor / LKP / Prüfer
Die Rolle eines Auftragsforschungsunternehmens in der klinischen Prüfung
Behördenanträge/Genehmigungen, Ethikvoten
Dokumentation: Trial Master File und Prüfarztordner
Monitoring
Rechte und Pflichten des Prüfers
Qualitätsssicherung: SOPs, Audits und Inspektionen
Arzneimittelsicherheit: Dokumentation und Meldeverpflichtungen
(AE, SAE, SUSAR)
Besonderheiten bei multinationalen Studien in der EU
Während des gesamten Seminars haben Sie Gelegenheit, eigene Fragestellungen einzubringen
und die behandelten Themen zu diskutieren.
Zielgruppe
Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter aus den Abteilungen Klinische Forschung und
F & E (CRAs, Monitore, Projektassistenten) in pharmazeutischen Unternehmen, in
Auftragsforschungsunternehmen (CRO) und Koordinierungszentren für klinische Studien
(KKS) sowie Study Nurses, zukünftige Prüfärzte und alle, die einen Einstieg in die
rechtlichen Grundlagen der klinischen Forschung suchen.
Dozent
Susanne Kraft studierte in Frankfurt am Main und Bonn Biologie mit dem Schwerpunkt
Mikrobiologie. Seit 1993 ist sie bei dem mittelständischen Pharma-Unternehmen Dr.
W. Schwabe GmbH & Co. KG in Karlsruhe in der Abteilung Klinische Forschung tätig.
Bis 2001 betreute sie als CRA klinische Prüfungen der Phasen 2 und 3 in Deutschland
und im angrenzendem Ausland. Seit 2001 ist Frau Kraft als Projektleiterin für
multizentrische klinische Prüfungen der Phasen 2 bis 4 in der EU und Osteuropa,
schwerpunktmäßig in neurologisch-psychiatrischen Indikationen, tätig.
Kurssysteme
Folgende Kurse liegen zeitlich direkt vor oder nach diesem Kurs:
GMP Basiskurs (S.74), PCR Basiskurs (S.90)
Termine
PA4051 28.09.2012
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 16:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 20 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den eintägigen Kurs 389,- € (zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news

76
Qualitätsmanagement
5.4 DIN ISO 9001: Gelebtes QM im Laborumfeld
Theorie
Inhalte und Lernziele
Der prozessorientierte Aufbau und die Pflege des Qualitäts-Management-Systems
nach ISO 9001 werden in diesem Kurs anhand von Beispielen erläutert.
Themenschwerpunkte sind unter anderem:
Aufbau der erforderlichen Dokumente
Anlegen des Qualitäts-Management-Handbuches
Aufgaben des Qualitätsbeauftragten
Durchführung von internen Audits
Erstellen und Bewerten von Qualitäts-Managementberichten
Der Weg zur Zertifizierung
Ihre Fragen werden in das Training eingebunden.
Vergleichen Sie auch mit dem Kurs „Validierung in der Molekularbiologie“ (S.82).
Zielgruppe
Unternehmens- und Betriebsleiter, Bereichs- und Abteilungsleiter, Qualitätsmanagementbeauftragte,
Laborleiter, verantwortliche Labormitarbeiter und alle, die am Aufbau
und dem Erhalt des Qualitätsmanagementsystems nach ISO 9001 beteiligt sind.
Dozent
Dietmar Meineke war nach seinem Studium der Biologie in Mainz, Tübingen und Ulm
als Wissenschaftlicher Angestellter in Tübingen und Lehrbeauftragter der FH Biberach
tätig. Danach war er Entwicklungs-, Kontroll-, Produktions- und Technischer Leiter
sowie Qualitätsbeauftragter und „Qualifizierte Person“ (AMG) in verschiedenen Unternehmen.
Er leitete den Aufbau verschiedener Qualitätsmanagementsysteme. Bei
der Laborberatung Klinkner & Partner GmbH, Saarbrücken, betreut er den Bereich
allgemeines Qualitätsmanagement (ISO 9001), Qualitätsmanagement für Medizinprodukte
(ISO 13485) und Arzneimittel (AMG) sowie Qualitätsmanagement in der
Biotechnologie.
Diesen Kurs führen wir in Zusammenarbeit mit einem
Kooperationspartner durch.
Termine
PA4032 20.03. – 21.03.2012 Veranstaltungsort: Saarbrücken
(Dieser Kurs findet nicht in den Räumlichkeiten der PromoCell Academy statt.)
Bitte kontaktieren Sie uns unter der Telefonnummer
06221 / 649 34 46 für weitere Informationen!
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.

Qualitätsmanagement 77
5.5 Pipettiertechnik - Good Pipetting Practice
neu
Inhalte und Lernziele
Richtiges Pipettieren ist kein Zufall. Pipetten gehören zu den meist verwendeten Arbeitsgeräten
im Labor. Oft bekommt man kein ausreichendes Wissen über die Technik
des Pipettierens oder über Kontrollen und Wartungen vermittelt. In diesem Kurs erweitern
Sie Ihr Wissen, um Ihre tägliche Pipettierarbeit zu standardisieren und Fehler
zu vermeiden. Sie lernen Pipetten auf systematische und zufällige Messabweichung
zu prüfen und kleine Wartungsarbeiten durchzuführen.
Im theoretischen Teil werden folgende Themen behandelt:
Grundlagen des Pipettierens: Funktionsprinzipien, Technik, Systemgedanke
Fehlerquellen: Physikalische Grenzen, Einfluss von Luftdruck und Temperatur,
Pipettieren von „Problemlösungen“, Beispiele aus der Praxis
Qualitätssicherung: DIN EN ISO 8655, GLP, Konformität
Prüfung, Reinigung und Wartung von Pipetten:
Kalibrierung von Pipetten mittels Analysenwaage: Equipment, Waagengenauigkeit
Der Praxisteil umfasst:
Pipettenprüfung: Funktionsprüfung, Dichtigkeitsprüfung
Reinigung und Wartung von Pipetten: Demontage und Montage, Fetten des
Kolbens (alle gängigen Pipetten)
Kalibration von Pipetten mittels Analysenwaage und Software
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter mit und ohne
Vorkenntnissen im liquid handling, die Grundkenntnisse im liquid handling erwerben
oder erweitern möchten.
Dozent
Tanja Doormann hat 1988 den Abschluss zur Chemisch-Technischen Assistentin
gemacht. Ab 1990 war sie bei der Eppendorf AG im Bereich liquid handling für die
Entwicklung von Applikationen und Prüfanweisungen für Neuentwicklungen verantwortlich.
Seit 2004 ist sie im Eppendorf AG Vertrieb Deutschland als Spezialistin für den
Technik Support „liquid handling Systeme“ tätig und führt Schulungen und Seminare
zum Thema liquid handling durch.
Mehran Khajooei arbeitet seit 1984 bei der Eppendorf AG. Hier füllte er erfolgreich
verschiedene Positionen aus, unter anderem im nationalen und internationalen Vertrieb
und im Produktmanagement. Seit 2010 ist Herr Khajooei als Leiter Kalibrierlabor
und Technik Support für die Pipettenkalibrierlabore der Eppendorf Vertrieb Deutschland
GmbH tätig.
Kurssysteme
Folgende Kurse liegen zeitlich direkt vor oder nach diesem Kurs:
Zellkultur Trouble Shooting (S.23), Validierung in der Molekular- und Zell-Biologie
(S.84), Enzymatische Analysen und Enzymkinetik (S.105)
Termine
PA4041 18.04.2012
PA4042 16.10.2012
Kursbeginn 9:30 Uhr
Kursende ca. 17:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den eintägigen Kurs 389,- € (zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news

78
Qualitätsmanagement
5.6 Trennungsgang in der anorganisch-analytischen Chemie Basiskurs
Inhalte und Lernziele
In der heutigen Zeit zählt fundiertes Wissen über die Eigenschaften und Analytik der
Elemente zum Basiswissen im Labor. Dieser Kurs vermittelt Ih nen die Grundlagen des
anorganisch chemischen Trennungsgangs, das kennzeich nende Verhalten von Kationen
sowie deren nasschemische Analytik. Anhand des Periodensystems der Elemente
werden die chemischen Eigenschaften erklärt, die zu den Gruppenfällungen der
Elemente führen.
Im theoretischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Periodensystem der Elemente
Eigenschaften der Elemente und Gruppenfällung
Auftrennung der Gruppen und Nachweise der darin enthaltenen Elemente
Störungen und Fehlermöglichkeiten
Beschaffenheit und Vorbereitung des Probenmaterials
Analytik häufig vorkommender Anionen
Spezielle Reagenzien
Technische Hilfsmittel in der Analytik
Nachweisgrenzen in der chemischen Analytik
Kommerziell erhältliche Reagenzien und Dienstleistungen
Im Praxisteil wird das erlernte Wissen anhand einer Modellanalyse angewendet.
Er umfasst:
Vorbereiten einer Analyse
Erlernen des Umgangs mit Reagenzien und technischen Hilfsmitteln
Protokollführung
Diskussion der Ergebnisse
Zielgruppe
Technische Angestellte der Medizin, Biologie und Pharmaindustrie sowie angrenzende
Bereiche, ohne Vorkenntnisse, Außendienstmitarbeiter im Technischen Service, Mitarbeiter
im Umweltmanagement oder in der Lebensmittelindustrie
Dozent
Dr. Axel Schlewing studierte Chemie an der Justus-Liebig Universität Gießen mit dem
Schwerpunkt physikalisch-anorganischen Chemie. Nach dem Studium arbeitete er
zunächst als wissenschaftlicher Mitarbeiter in einem biologisch-technischen Labor.
Anschließend wechselte er an das MPI für Polymerforschung nach Mainz, wo er im
Rahmen seiner Doktorarbeit Untersuchungen zum Selbstaggregationsverhalten an
Systemen mit amphiphilen Diblockcopolymeren in überkritischem Kohlendioxid durchführte.
Nach der Promotion, die 2005 erfolgte, arbeitete er in der Patentabteilung
einer mittelständigen Firma u.a. an Technologie- und Forschungsthemen.
Termine
Aktuelle Termine bitte anfragen
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 679,- € (zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news

Qualitätsmanagement 79
5.7 OECD Guidelines und REACH-Richtlinien für
Hautmodelle
neu
Theorie
Inhalte und Lernziele
In vitro Hautmodelle werden als Alternativen zu Tierversuchen bereits von der kosmetischen
und chemischen Industrie eingesetzt, um die korrosive und/oder irritative
Wirkung von Chemikalien zu testen. Für beide Tests existieren validierte OECD Protokolle
und validierte Hautmodelle sind kommerziell verfügbar. Weitere Hauttests,
wie der Hautsensibilisierungstest, sind derzeit im Validierungsprozess. Ebenso werden
Hautmodelle im Rahmen der Chemikalienverordnung (REACH) zur Erfassung toxischer
Effekte genutzt. In diesem Kurs lernen Sie die Anforderungen und Richtlinien
kennen, die Sie brauchen, um Hautmodelle in diesen Bereichen erfolgreich in Ihrem
Labor einsetzen zu können.
In diesem Theoriekurs werden u.a. folgende Themen behandelt:
REACH und Hautmodelle
OECD Guidelines (Hautkorrosion OECD TG 431 / Hautirritation OECD TG 439)
Zukünftige OECD Guideline (Hautsensibilisierung)
Validierte Hautmodelle
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter mit soliden
Grundkenntnissen in Zellkultur und Zellbiologie sowie praktischer Erfahrung.
Dozent
Dr. Peter Frost studierte an der Rheinisch-Westfälischen Friedrich Wilhelms Universität
Bonn Biologie und promovierte am Institut für Mikrobiologie und Biotechnologie. Im
Anschluss an die akademische Ausbildung war er für diverse Life-Science Unternehmen
in den Bereichen Sales und Marketing tätig. 3D Zellkultursysteme (3D Hautmodelle,
3D Lebersysteme bis hin zu 3D Tumormodellen) für in vitro und präklinische Anwendungen
stellen seit 2003 einen Schwerpunkt seiner beruflichen Tätigkeit dar. Seit 2009
berät er mit seinem Unternehmen FROST LIFESCIENCE Start-up Unternehmen in den
Bereichen Sales und Marketing.
Kurssysteme
Folgende Kurse liegen zeitlich direkt vor oder nach diesem Kurs:
Hautmodelle (S.36), Immunhistochemie Färbemethoden (S.106)
Termine
PA1241 28.09.2012
Kursbeginn 9:00 Uhr
Kursende ca. 16:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den eintägigen Kurs 479,- € (zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news

80
Molekularbiologie und PCR
6
6.1
Molekularbiologie und PCR
Molekularbiologie Basiskurs ........... 81
6.2 Molecular Biology Basic Course ........ 82
6.3 Molekularbiologie Trouble Shooting ..... 83
6.4 Validierung in der Molekular- und
Zell-Biologie Kompaktkurs. ............ 84
6.5 Klonierungsstrategien ................ 85
6.6 Cloning Strategies .................. 86
6.7 RNA Interferenz ................... 87
6.8 In situ Hybridisierung ................ 88
6.9 PCR- und Primer-Design . ............. 89
6.10 PCR Basiskurs . ..................... 90
6.11 PCR Basic Course ................... 91
6.12 Real Time PCR Labor-Kurs. ............ 92
6.13 Multiplex PCR Labor-Kurs ............. 93
6.14 PCR in der medizinischen Diagnostik und
Gen-Diagnostik ..................... 94
6.15 PCR und Real Time PCR Trouble Shooting 95
6.16 DNA Sequenzierung Labor-Kurs ........ 96
6.17 STR-Analyse: Vaterschaftstests, Pränatal-
Diagnostik und Nachweis von
Kreuzkontmination in der Zellkultur. ..... 97
6.18 Epigenetics Lab Course ............... 98

Molekularbiologie und PCR 81
6.1 Molekularbiologie Basiskurs
Inhalte und Lernziele
Die Molekularbiologie befasst sich mit der Struktur, Biosynthese und Funktion von
DNA und RNA auf molekularer Ebene und wie diese untereinander und mit Proteinen
interagieren. Die Palette der Techniken ist dabei fließend und erstreckt sich
zum Beispiel von PCR, Klonierung, Mutagenese und rekombinanter Expression bis zur
Zellkultur. Dieser Kurs ermöglicht Ihnen den Einstieg in die gängigen molekularbiologischen
DNA und RNA Techniken.
Im theoretischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Grundlagen der Molekularbiologie und Aufbau von Makromolekülen
Prinzip der Klonierung
Klonierungsvektoren
Restriktionsendonukleasen
RNA-Isolation und reverse Transkription
Polymerase-Kettenreaktion (PCR)
Genregulation und Genexpression
Im Praxisteil lernen Sie folgende Methoden kennen:
Plasmid-Präparation
Bestimmung der DNA-Konzentration
RNA-Isolation und reverse Transkription
Polymerase-Kettenreaktion (PCR)
Gelelektrophorese und Gelextraktion
Restriktionsverdau, Dephosphorylierung und Ligation von DNA
Herstellung kompetenter Bakterien und deren Transformation
Blau-weiß Selektion über das LacZ-Gen
Überprüfung der Klonierung mittels Restriktionsanalyse
Zielgruppe
Mitarbeiter, die einen Einstieg in die molekularbiologischen Techniken suchen, wie
Diplomanden, Doktoranden, Technisches Personal sowie Quereinsteiger.
Dozent
Dr. Britt Lemke studierte nach einer Ausbildung zur Biologielaborantin in Potsdam
Biologie. 2004 promovierte sie am Max-Delbrück-Centrum für Molekulare Medizin
in Berlin auf dem Gebiet der Hämatopoese. Im Anschluss arbeitete sie als Post-Doc
in der neurochirurgischen Universitätsklinik Heidelberg auf den Gebieten Proteomics,
Angiogenese, Tumorgenese und Immuntherapie von Hirntumoren. Seit September
2008 ist sie bei der PromoCell Academy als Labormanagerin und Dozentin tätig.
Empfohlene Aufbaukurse
Molekularbiologie Trouble Shooting (S.83), Klonierungsstrategien (S.85)
Termine
PA4511 07.02. – 10.02.2012
PA4512 26.06. – 29.06.2012
PA4513 04.09. – 07.09.2012
Interesse an einem Training
in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:30 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 16:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den viertägigen Kurs 1.179,- €
(zzgl. MwSt.).

82
Molekularbiologie und PCR
6.2 Molecular Biology Basic Course
Content and Learning Objective
Molecular biology focuses on the structure, biosynthesis and function of DNA and
RNA on the molecular level and how these interact among themselves and with proteins.
Molecular biology techniques are essential for modern biological and medical
research and the range of these techniques extends from PCR, cloning, mutagenesis,
recombinant expression etc. to phage display or yeast two hybrid systems. This course
will give you an introduction to DNA and RNA standard techniques.
The theoretical part includes:
Basic knowledge of molecular biology
Structure of macromolecules
Principles of cloning
Cloning vectors
Restriction enzymes
RNA isolation and reverse transcription
Polymerase Chain Reaction (PCR)
Gene regulation and gene expression
The practical part includes:
Plasmid preparation
Determination of DNA concentrations
RNA isolation and reverse transcription
Polymerase Chain Reaction (PCR)
DNA gel electrophoresis, documentation, gel extraction
Restriction digest, vector dephosphorylation, ligation of DNA
Generation of competent cells and their transformation
Preparation of agar plates with and without antibiotics
Over night cultures and selection on plates, blue white selection
Target Group
Technical and scientific staff members without any previous knowledge or possessing
only basic knowledge of molecular biology.
Teacher
Dr. Britt Lemke studied biology in Potsdam. In 2004, she received her Ph.D. from
the Max-Delbrück-Center for Molecular Medicine in the area of hematopoietic
development. After this, she held a postdoc position at the neurosurgical university
clinic Heidelberg with the topics proteomics, angiogenesis, tumor development, and
immuno therapy of brain tumors. In 2008, she joined the PromoCell Academy as lab
manager and lecturer.
Recommended continuative course
Cloning Strategies (p.86)
Dates
PA4521 24.01. – 27.01.2012
Beginning of the course on the first day: 9:30 a.m.
End of the course on the last day: approx. 4:00 p.m
Number of participants
The number of participants is limited to max. 8 persons in order to ensure the
best possible learning climate.
Participation fee
The fee for 4 days training amounts to 1,179 € (plus VAT).
Additional courses and courses with additional
spaces are listed at www.promocell-academy.com/news

Molekularbiologie und PCR 83
6.3 Molekularbiologie Trouble Shooting
Theorie
Inhalte und Lernziele
Anhand ausgewählter Beispiele werden Sie Probleme aus der täglichen molekularbiologischen
Arbeit besprechen und Lösungen dazu erarbeiten. Ziel ist die Optimierung
der molekularbiologischen Methoden in Ihrem Labor.
Der Kurs deckt u.a. folgende Bereiche ab:
Klonierung
Ligation
Restriktionsenzyme
Polymerasen und Nukleasen
DNA-Aufreinigung
Elektrophorese
Sie können Fragestellungen und Probleme aus Ihrem Labor mitbringen und im Kurs
diskutieren. Der Dozent wird Sie hierzu vor Kursbeginn kontaktieren.
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter mit Grundkenntnissen
in der Molekularbiologie, die die molekularbiologischen Methoden in ihrem
Labor optimieren möchten.
Dozent
Dr. Johannes Becker-Follmann studierte Biologie und Philosophie in Saarbrücken und
Freiburg. Er promovierte am Institut für Humangenetik und Anthropologie über “Vergleichende
Genkartierungen bei Mensch und Maus“. Nach Forschungsaufenthalten
in Osaka/Japan, Freiburg und Berlin gründete er im Frühjahr 2000 das Institut für
Polymorphismus und Mutationsanalytik in Saarbrücken, das sich hauptsächlich mit
der Analyse von DNA verschiedener Spezies beschäftigt. Seit 2002 führt er Schwerpunktseminare
und Workshops zu PCR-Themen durch.
Termine
PA4531 16.02. – 17.02.2012
PA4532 22.10. – 23.10.2012
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 719, - € (zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.

84
Molekularbiologie und PCR
6.4 Validierung in der Molekular- und Zell-Biologie
Kompaktkurs neu
Theorie
Inhalte und Lernziele
Die Umsetzung einer Labormethode zu einem erfolgreichen Dienstleistungsangebot
und das Arbeiten im regulierten Umfeld erfordert die Validierung der Methode
nach gesetzlichen und statistischen Vorgaben. Dieser Kurs richtet sich an diejenigen,
die ihre Forschungs- und Entwicklungsarbeit mit einer Validierung der Methode abschließen
wollen. Neben den allgemeinen Erklärungen der Grundbegriffe und Verfahren
erhalten Sie einen Einblick in die mathematischen Zusammenhänge, die hinter
der Bearbeitung Ihrer Daten stehen.
Themenschwerpunkte sind:
Akkreditierung, Zertifizierung nach ISO 17025, Validierung, Verifizierung
Grundbegriffe der Validierung: Richtigkeit, Präzision, Sensitivität, Spezifität etc.
Mathematische Grundlagen
Zur Umsetzung der Theorie in die Praxis, besprechen wir konkrete Beispiele:
Nachweis in einer Probe mittels PCR (limit of detection)
Quantifizierung einer Probe, Standard-Kurve und Standard-Additionsverfahren (qPCR)
Genotypisierung
Validierung eines zellbasierten Assays
Zielgruppe
Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter insbesondere aus den Bereichen Analytik und
Qualitätssicherung, die an der Validierung ihrer molekularbiologischen und zellbiologischen
Methoden interessiert sind.
Dozent
Dr. Johannes Becker-Follmann studierte Biologie und Philosophie in Saarbrücken und
Freiburg. Er promovierte am Institut für Humangenetik und Anthropologie über “Vergleichende
Genkartierungen bei Mensch und Maus“. Nach Forschungsaufenthalten
in Osaka/Japan, Freiburg und Berlin gründete er im Frühjahr 2000 das Institut für
Polymorphismus und Mutationsanalytik in Saarbrücken, das sich hauptsächlich mit
der Analyse von DNA verschiedener Spezies beschäftigt. Seit 2002 führt er Schwerpunktseminare
und Workshops zu PCR-Themen durch.
Kurssysteme
Folgende Kurse liegen zeitlich direkt vor oder nach diesem Kurs:
Pipettiertechnik - Good Pipetting Practice (S.77), PCR Basiskurs (S.90)
Termine
PA4711 19.04. – 20.04.2012
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 12 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 749,- € (zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news

Molekularbiologie und PCR 85
6.5 Klonierungsstrategien
Theorie
Inhalte und Lernziele
Dieser Kurs erläutert Ihnen intensiv die grundlegenden Methoden zur Klonierung von
DNA-Fragmenten.
Es werden folgende Methoden besprochen und angewandt:
Strategien zur erfolgreichen und effizienten Klonierung
Anforderungen an die Sequenz und die Vektoren
Vektortypen: Möglichkeiten und Auswahl (Standard-Klonierungsvektoren,
eukaryotische Expressionsvektoren, induzierbare Systeme)
Enzyme: Isochizomere, kompatible Enden, geeignete Standardenzyme, fill-in
und blunt end, Dephosphorilierung
Restriktionsverdau, Modifikation und Präparation
Ligation: Stöchiometrie und Diskussion verschiedener Methoden
Transformation (kompetente Bakterien, Herstellung und Kontrolle der Effizienz)
Klonanalyse, Miniprep und Maxiprep
Selektion: Antibiotika-Resistenz, Blau-Weiß-Selektion mittels b-Galactosidase
DNA Qualitäts-Anforderungen und -Reinigung
Restriktionskartierung
Stop-Codon entfernen
Tipps und Tricks für schwierige Klonierungen
Klonierungsbeispiele
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter mit Vorkenntnissen
in molekularbiologischer Analytik.
Dozent
Dr. Bettina Füssel hat in Köln Biologie studiert und promovierte 1996 an der
Johann-Wolfgang-von-Goethe-Universität Frankfurt/Main auf dem Gebiet der
Hirnforschung. Seit 1996 arbeitet sie am Deutschen Krebsforschungszentrum Heidelberg
als wissenschaftliche Mitarbeiterin an unterschiedlichen Forschungsprojekten.
Neben der Entwicklung von transgenen und knock-out Mausmodellen für verschiedene
Krebserkrankungen arbeitet sie speziell an der Identifizierung von Genen, die an
der Entstehung des Bronchialkarzinoms beteiligt sind.
Empfohlene Aufbaukurse
Transfektion und Reportergenanalyse (S.56)
Termine
PA4581 17.09. – 18.09.2012
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 13:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den eineinhalbtägigen Kurs 579,- €
(zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.

86
Molekularbiologie und PCR
6.6 Cloning Strategies
Theory
Content and Learning Objective
In this one-and-a-half-day theory course, basic methods and strategies for the cloning
of DNA fragments are explained in detail.
Topics covered include:
Cloning strategies: successful and efficient cloning
Vectors: possibilities and choice (standard cloning vectors, eukaryotic expression
vectors, inducible systems, etc.)
Enzymes: isochizomeres, compatible ends, suitable standard enzymes, fill-in and
blunt end, dephosphorylation, etc.
Restriction digest, modification, and preparation
Ligation: stoichiometry and discussion of different methods
Transformation: competent bacteria, generation, and efficiency control
Selection: resistance to antibiotics, blue-white-selection using b- galactosidase
genes, analysis and control of results
Clone analysis, mini and maxi preps
DNA quality and purity requirements: gel purification and isolation
Restriction mapping
Removal of stop codons
Tips and tricks for difficult cloning
Cloning example
Trouble shooting
Target Group
Technicians and researchers with previous knowledge of molecular biology who want
to get a comprehensive overview of cloning strategies and want to optimize their
cloning protocols.
Teacher
Dr. Bettina Füssel studied biology in Cologne and received her PhD in 1996 at the
Johann Wolfgang von Goethe University Frankfurt/Main in the field of brain research.
Since then, she has been working as research staff at the German Center for Cancer
Research (DKFZ) in Heidelberg persuing different research projects. Alongside the
development of transgenic and knock-out mouse models for different types of cancer,
her main focus is the identification of genes that are relevant for the development of
lung cancer.
Dates
PA4591 01.10. – 02.10.2012
Beginning of the course on the first day: 9:00 a.m.
End of the course on the last day: approx. 1:00 p.m.
Number of participants
The number of participants is limited to max. 8 persons in order to ensure
the best possible learning climate.
Participation fee
The fee for 1.5 days training amounts to 579 € (plus VAT).
Additional courses and courses with additional
spaces are listed at www.promocell-academy.com/news

Molekularbiologie und PCR 87
6.7 RNA Interferenz
Inhalte und Lernziele
Dieser Kurs vermittelt Ihnen zum einen theoretisches Basiswissen und erweitert
zum anderen Ihre praktischen Kenntnisse, damit Sie Genausschaltungs-Experimente
designen und durchführen können.
Der Theorieteil beinhaltet u.a.:
Planung von RNAi Experimenten in verschiedenen Organismen und Zelltypen
Design der dsRNA, siRNA, shRNA oder miRNA nach den neuesten Algorithmen
zur Optimierung der Genausschaltungseffizienz
Einbau von Kontrollexperimenten
Tipps zur Anwendung von RNAi in Organismen
Im Praxisteil werden u.a. folgende Themen behandelt:
In vitro Transkription von siRNAs und dsRNAs für transiente RNAi Experimente
Herstellung von shRNA und miRNA exprimierenden Vektoren für permanente
RNAi Experimente
Transfektion und Einführung der o.g. dsRNA Spezies in Zellkulturen
Auswertung der Experimente
Zielgruppe
Der Kurs ist sowohl für Anfänger mit Vorkenntnissen in der Zellkultur und molekularbiologischen
Arbeitstechniken als auch für Fortgeschrittene geeignet.
Dozent
Dr. Ute Schepers studierte in Bonn Chemie und promovierte im Fach Biochemie am
Kekulé Institut für Organische Chemie und Biochemie Bonn auf dem Gebiet der genetischen
Evaluierung von Lipidspeichererkrankungen. Von 1998 bis 2000 arbeitete sie
am Department of Cell Biology der Harvard Medical School in Boston, USA. Seit Anfang
2001 arbeitet sie an der Universität Bonn intensiv auf dem Gebiet der Entwicklung
neuer Techniken zur in vivo Anwendung von RNA Interferenz. Sie ist Autorin des
Methodenbuches “RNA Interference in Practice“.
Termine
PA4601 04.07. – 06.07.2012
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den dreitägigen Kurs 990,- € (zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.

88
Molekularbiologie und PCR
6.8 In situ Hybridisierung
Inhalte und Lernziele
Mittels in situ Hybridisierung kann RNA und DNA in Geweben, Zellen, Zellkernen
oder Chromosomen sichtbar gemacht werden. Dies ermöglicht zum einen eine genaue
Ortsbestimmung bzw. Analyse der Verteilung der RNA bzw. DNA, zum anderen
auch eine Abschätzung der Expression in Zellen und Geweben. Neben der Forschung
spielt die in situ Hybridisierung auch in der Diagnostik eine immer wichtigere Rolle.
In diesem Kurs werden die Grundlagen der in situ Hybridisierung, die zahlreichen
Varianten und Modifikationsmöglichkeiten vermittelt, die je nach Material notwendig
sind, um eine qualitativ hochwertige in situ Hybridisierung im Labor zu etablieren.
Im theoretischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Grundlagen der in situ Hybridisierung (DNA/RNA)
Herstellung der Präparate
Sondenherstellung und Markierung
Nachweis und Detektionssysteme
Radioaktive Markierung
Fluoreszenz in situ Hybridisierung (FISH)
Chromogene in situ Hybridisierung (CISH)
Vorgehen und Modifizierungsmöglichkeiten
Trouble shooting
Der praktische Teil umfasst die Analyse von zwei Genen mittels FISH an in Paraffin
eingebettetem Material.
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter mit Grundkenntnissen
in der Molekularbiologie und Zellbiologie.
Dozent
Silvia Vogel schloss ihre Ausbildung zur MTLA an der Universität Bonn ab. Danach
spezialisierte sie sich im Bereich molekulare Diagnostik und Histologie und erhielt
2007 ihr Diplom als biomedizinische Fachanalytikerin für Molekulare Diagnostik und
Histologie. Seit 2005 arbeitet Frau Vogel am Institut für Pathologie in Wuppertal,
wo sie in der Abteilung Molekular-/ Studienpathologie mit den Schwerpunkten Immunhistologie,
in situ Hybridisierung, Real-time PCR und Pyrosequenzierung tätig ist.
Zusätzlich erlangte sie die Qualifikation zur Qualitätsbeauftragten/ internen Auditorin
in Salzburg. 2008 absolvierte sie den Studiengang zur Fachlehrerin im Bereich Histologie
und unterrichtet seit 2009 nebenberuflich den Bereich Molekularbiologie an der
MTLA-Schule in Wuppertal.
Termine
PA4611 22.11. – 23.11.2012
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:30 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 16:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Foto: Pathologie Wuppertal
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 679,- € (zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news

Molekularbiologie und PCR 89
6.9 PCR- und Primer-Design neu Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Inhalte und Lernziele
Unter PCR-Design versteht man alle Methoden, die die Spezifität und Sensitivität
einer PCR beeinflussen. Im Wesentlichen sind dies die Auswahl und Dokumentation
der Zielsequenzen und das Primer-Design. Die Anwendungen der PCR sind in modernen
Laboren äußerst vielfältig und reichen von einfachen PCR-Nachweisen über
die Material-Gewinnung für Sequenzierungen oder Klonierungen bis hin zu gruppenspezifischen
PCR, Multiplex-PCR-Methoden, long-PCR oder real-time RT-PCR zum
Studium der Genexpression. Nach einer Einführung in Sequenzformate, in die Dokumentation
von Sequenzen in Datenbanken und in die Strategien unterschiedlicher
Primer-Design-Programme, werden Sie an einem Beispiel-Projekt die Vorgehensweise
erarbeiten. Sie suchen nach Zielsequenzen, alignen diese für eine spezies-spezifische
PCR, stellen die Exon-Intron-Struktur für eine RT-PCR-Analyse zusammen und überprüfen
Amplikone und Primer mittels BLAST- und BLAT-Programmen, um die Spezifität
der Primer zu überprüfen. Das Ergebnis wird eine ausführliche Dokumentation
eines PCR- und Primer-Designs sein. Im zweiten Teil beschäftigen Sie sich intensiv
mit Programmen wie ClustalX, Bioedit, Primer3, MultiPLX2.0 und FASTPCR. Dabei
werden Sie eine Reihe von Aufgabenstellungen ösen wie z.B.:
Spezies- oder gruppen-spezifisches Primer-Design
Multiplex-PCR für DNA-Fingerprint-Aufgaben
Multiplex-PCR in Expressionsstudien mit Sonden-Design
Spezialfälle wie miRNA und die Verwendung von LNA-Primern
Für den zweiten Teil des Kurses kann auf dem eigenen Notebook gearbeitet werden.
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter mit Grundkenntnissen
in der Molekularbiologie und PCR.
Dozent
Kurssysteme
Dr. Johannes Becker-Follmann studierte Biologie und Philosophie in Saarbrücken und
Freiburg. Er promovierte am Institut für Humangenetik und Anthropologie über “Vergleichende
Genkartierungen bei Mensch und Maus“. Nach Forschungsaufenthalten
in Osaka/Japan, Freiburg und Berlin gründete er im Frühjahr 2000 das Institut für
Polymorphismus und Mutationsanalytik in Saarbrücken, das sich hauptsächlich mit
der Analyse von DNA verschiedener Spezies beschäftigt. Seit 2002 führt er Schwerpunktseminare
und Workshops zu PCR-Themen durch.
Folgender Kurs liegt zeitlich direkt vor oder nach diesem Kurs:
Multiplex PCR Labor-Kurs (S.93)
Termine
PA4751 06.03. – 07.03.2012
Kursbeginn (am ersten Tag)
Kursende
9:00 Uhr
(am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 679,- € (zzgl. MwSt.).
Sprechen Sie uns einfach darauf an.

90
Molekularbiologie und PCR
6.10 PCR Basiskurs
Inhalte und Lernziele
In diesem Kurs lernen Sie die theoretischen Grundlagen der PCR sowie die anschließende
Detektion mittels elektrophoretischer Auftrennung und die Datenanalyse intensiv
kennen. Außerdem erhalten Sie einen Überblick über spezielle Applikationen
wie z.B. Gradienten-PCR, real time PCR und reverse Transkription. Darüber hinaus ist
die Optimierung von PCR-Bedingungen, das Primerdesign und die Fehleranalyse ein
wesentlicher Bestandteil des Kurses.
Der theoretische Kursteil beinhaltet unter anderem folgende Punkte:
Grundlagen der PCR
Optimierung von PCR-Bedingungen
Primerdesign
Spezielle PCR Applikationen
Trouble shooting
Im praktischen Teil wird ein DNA-Fragment unter verschiedenen Reaktionsbedingungen
amplifiziert und die Produkte werden mit Hilfe der Gelelektrophorese
analysiert. Am Ende des Seminars sind die Teilnehmer in der Lage, selbständig eine
PCR durchzuführen und die Ergebnisse auszuwerten.
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter ohne PCR Vorkenntnisse,
die in Zukunft diese Technik im eigenen Labor etablieren möchten.
Dozent
Dr. Nils Gerke hat an der Universität Kiel Biologie studiert und auch dort promoviert.
Er war als Dezernent einer Landesbehörde in Nordrhein-Westfalen u.a. für die Einführung
der PCR zur Fischartenbestimmung zuständig. Am Flugmedizinischen Institut
der Luftwaffe in Fürstenfeldbruck hat er anschließend die Leitung des Bereichs forensische
DNA-Analytik übernommen. Seit 2006 ist er als Applikationsspezialist PCR und
real time PCR bei der Eppendorf AG in Hamburg beschäftigt.
Kurssysteme
Folgende Kurse liegen zeitlich direkt vor oder nach diesem Kurs:
GMP Basiskurs (S.74), GCP Basiskurs - Regulatorische Rahmenbedingungen der klinischen
Prüfung (S.75), Validierung in der Molekular- und Zell-Biologie Kompaktkurs
(S.84)
Termine
PA4651 17.04. – 18.04.2012
PA4652 26.09. – 27.09.2012
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:30 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 16:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 749,- € (zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news

Molekularbiologie und PCR 91
6.11 PCR Basic Course
Content and Learning Objective
The PCR Basic Course is intended for participants without any previous knowledge
in the field of PCR who plan to establish this technology in their labs. Therefore, besides
the theoretical principles of PCR, we will intensely discuss the different reaction
components. You will practize the set-up of several PCRs and you will perform the
detection and data analysis on the basis of gel electrophoresis. Furthermore, the optimization
of PCR conditions, primer design, and trouble shooting will also be a main
part of the course. At the end of the seminar, you will be capable of performing a PCR
assay and analyzing the data.
The theoretical part includes:
PCR basics
Optimization of PCR parameters
Basics of primer design
Overview of specific PCR applications, temperature gradient PCR, real time PCR,
reverse transcription PCR
Trouble shooting
The practical part includes:
Set up of various PCR reactions, e.g. temperature gradient PCR
Detection of PCR products by means of gel electrophoresis
Analysis of results
Target Group
Technical and scientific staff members without any previous knowledge who are
interested in using PCR-techniques in the laboratory.
Teacher
Dr. Johannes Becker-Follmann studied Biology and Philosophy in Saarbrücken and
Freiburg. He received his PhD at the Instiute for Human Genetics and Anthropology
for his work on „Similarities in the Genetic Mapping of Man and Mouse“. Afterwards
he continued his research in Osaka/Japan, Freiburg and Berlin and in 2000
he founded the Institute for Polymorphisms and Mutational Analysis (Saaarbrücken),
which mainly focuses on the DNA analysis of different species. Since 2002 he has run
seminars and workshops based on PCR related topics.
Dates
PA4661 13.12. – 14.12.2012
Beginning of the course on the first day: 9:30 a.m.
End of the course on the last day: approx. 4:00 p.m.
Number of participants
The number of participants is limited to max. 8 persons in order to ensure the
best possible learning climate.
Participation fee
The fee for 2 days training amounts to 749 € (plus VAT).
Additional Aktuelle Zusatzkurse courses and und courses freie with Seminarplätze additional auf:
spaces are listed at www.promocell-academy.com/news

92
Molekularbiologie und PCR
6.12 Real Time PCR Labor-Kurs
Inhalte und Lernziele
Die real time PCR hat sich als Standard-Methode für den Nachweis und die Quantifizierung
von DNA und RNA etabliert. Am ersten Tag erlernen Sie die Grundlagen
der real time PCR. Dabei werden unter anderem unterschiedliche DNA- und RNA-
Präparationsmethoden vorgestellt. Im praktischen Teil werden Sie mittels SYBRGreen
und einer Detektionssonde die Menge Legionellen in einer Probe bestimmen. Im
zweiten Teil des Kurses werden die theoretischen Grundlagen der real time PCR mit
den unterschiedlichen Detektionsformaten und Geräteplattformen und deren Vorund
Nachteile erklärt. Primer-Design und die Auswahl der richtigen Detektionssonden
sind hier ein zentrales Thema. Im letzten Kursteil werden Experimente zur absoluten
Quantifizierung besprochen und verschiedene Auswertemöglichkeiten demonstriert.
Im theoretischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Grundlagen des biochemischen Aufbaus und der Struktur von DNA und RNA
Aufbau und Komplexität von Genomen
Unterschiedliche Detektionsformate
Verschiedene Geräteplattformen und deren Vor- und Nachteile
Primerdesign und die Auswahl der Detektionssonden
Trouble shooting und Diskussion Ihrer Anwendungen
Der Praxisteil umfasst:
Nachweis und Quantifizierung von Legionellen mittels SYBR-Green
Quantifizierung von Legionellen mittels Standardkurve und Detektionssonden
Präparation von RNA und Synthese von cDNA
Relative Quantifizierung in einer Genexpressionsstudie
Analyse der Schmelzkurve
Verschiedene Auswertungsmethoden
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter mit Grundkenntnissen
in der Molekularbiologie. PCR Kenntnisse sind nicht erforderlich.
Dozent
Dr. Johannes Becker-Follmann studierte Biologie und Philosophie in Saarbrücken und
Freiburg. Er promovierte am Institut für Humangenetik und Anthropologie über “Vergleichende
Genkartierungen bei Mensch und Maus“. Nach Forschungsaufenthalten
in Osaka/Japan, Freiburg und Berlin gründete er im Frühjahr 2000 das Institut für
Polymorphismus und Mutationsanalytik in Saarbrücken, das sich hauptsächlich mit
der Analyse von DNA verschiedener Spezies beschäftigt. Seit 2002 führt er Schwerpunktseminare
und Workshops zu PCR-Themen durch.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich direkt vor oder nach diesem Kurs:
PCR und Real Time PCR Trouble Shooting (S.95)
Termine
PA4671 22.05. – 24.05.2012
PA4672 09.10. – 11.10.2012
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:30 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 16:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den dreitägigen Kurs 990,- € (zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.

Molekularbiologie und PCR 93
6.13 Multiplex PCR Labor-Kurs
Inhalte und Lernziele
Multiplex-PCR, die gleichzeitige PCR mit mehreren Primerpaaren in einer Reaktion,
ist heute eine Standardmethode. Waren es früher Kosten- und Zeitersparnis, so wird
Multiplex-PCR heute benutzt, um Kontrollexperimente in einem Ansatz unter identischen
Bedingungen durchzuführen. Derartige Anwendungen sind bei der Analyse
von Gen-Expressionsmustern (RT-qPCR) genauso wichtig wie beim Nachweis und
der Quantifizierung von DNA in Untersuchungsproben (z.B. GVO-Nachweis). Dabei
kommt dem optimalen Primer-Design und der richtigen Primer-Mischung eine bedeutende
Rolle zu. Nach einer Wiederholung der allgemeinen PCR-Grundlagen und der
template-Präparation beschäftigen Sie sich im Kurs intensiv mit dem Primer-Design
sowie der Primer-Mischung und setzen dann das Erlernte in der Praxis ein.
Im theoretischen Teil werden unter anderem folgende Themen behandelt:
Grundlagen der PCR
Template-Präparationen und ihre Auswirkungen auf die Multiplex-PCR
Primer- und Sonden-Design für die Multiplex-PCR mit freier Software
Optimierung des Temperatur-Zeit-Profiles für die PCR
Optimierung der Reaktionskomponenten
Typischen Anwendungsbeispiele: Deletionsscreening, DNA fingerprint, Quantifizierung
mit interner Kontrolle, Sonden für qPCR etc.
Trouble shooting und Diskussion Ihrer Anwendungen
Der Praxisteil umfasst:
Primer-Design für die Multiplex-PCR
Variation der Reaktionskomponenten
Aufbau einer Triplex-PCR aus mehreren Einzel-PCRs
Optimierung einer 9plex-PCR
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter mit und ohne
Vorkenntnisse in der PCR. Der Kurs ist für PCR Anfänger ebenso geeignet wie für
Fortgeschrittene.
Dozent
Dr. Johannes Becker-Follmann studierte Biologie und Philosophie in Saarbrücken und
Freiburg. Er promovierte am Institut für Humangenetik und Anthropologie über “Vergleichende
Genkartierungen bei Mensch und Maus“. Nach Forschungsaufenthalten
in Osaka/Japan, Freiburg und Berlin gründete er im Frühjahr 2000 das Institut für
Polymorphismus und Mutationsanalytik in Saarbrücken, das sich hauptsächlich mit
der Analyse von DNA verschiedener Spezies beschäftigt. Seit 2002 führt er Schwerpunktseminare
und Workshops zu PCR-Themen durch.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich direkt vor oder nach diesem Kurs:
PCR- und Primer-Design (S.89)
Termine
PA4681 08.03. – 09.03.2012
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:30 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 16:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 679,- € (zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news

94
Molekularbiologie und PCR
6.14 PCR in der medizinischen Diagnostik und Gen-Diagnostik
Inhalte und Lernziele
In diesem Kurs bearbeiten Sie den Einsatz der Polymerase-Kettenreaktion (PCR) in
der medizinischen Gen-Diagnostik an zwei konkreten Beispielen. Zuerst lernen Sie,
wie das PCR-Design durchgeführt werden muss, um Pathogene mittels PCR aus Probenmaterial
nachzuweisen. Dabei wird besonders Wert auf die zuverlässige Bestimmung
der Nachweisgrenze (limit of detection), wie sie für z.B. ISO17025 gefordert
ist, gelegt. Danach werden Sie anhand der Lactose-Intoleranz des Menschen den
Aufbau einer PCR-basierten Genotypisierungsmethode durchführen. Im Kurs werden
Sie dazu die DNA-Sequenzen aus Datenbanken suchen, das Primer-Design für diese
Analyse durchführen, die Pipettierpläne erstellen und die PCR durchführen. Anschliessend
vergleichen Sie die unterschiedlichen Möglichkeiten der Genotypisierung wie
zum Beispiel: Sequenzierung, Minisequenzierung, real-time PCR, MLPA und RFLP-
PCR. Zum Abschluss des Kurses werden Ihre Proben mittels Restriktions-Spaltung und
Gelelektrophorese analysiert und der Genotyp bestimmt. Themen wie die Validierung
Ihres PCR-Assays werden ebenso besprochen wie die Überprüfung Ihrer Daten bzgl.
des Hardy-Weinberg-Gleichgewichtes.
Im praktischen Teil wenden Sie im Experiment folgende Techniken an:
PCR zur Bestimmung der Nachweisgrenze eines Pathogens
DNA-Präparation aus Mundschleimhautabstrich
Primer-Design und PCR
Restriktionsspaltung und Gelelektrophorese
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter insbesondere aus
medizinischen Laboratorien mit soliden Grundkenntnissen in der Molekularbiologie
und Zellbiologie.
Dozent
Dr. Johannes Becker-Follmann studierte Biologie und Philosophie in Saarbrücken und
Freiburg. Er promovierte am Institut für Humangenetik und Anthropologie über “Vergleichende
Genkartierungen bei Mensch und Maus“. Nach Forschungsaufenthalten
in Osaka/Japan, Freiburg und Berlin gründete er im Frühjahr 2000 das Institut für
Polymorphismus und Mutationsanalytik in Saarbrücken, das sich hauptsächlich mit
der Analyse von DNA verschiedener Spezies beschäftigt. Seit 2002 führt er Schwerpunktseminare
und Workshops zu PCR-Themen durch.
Termine
PA4701 20.11. – 21.11.2012
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:30 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 16:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 679,- € (zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news

Molekularbiologie und PCR 95
6.15 PCR und Real Time PCR Trouble Shooting
Theorie
Inhalte und Lernziele
Ziel des Kurses ist es, anhand ausgewählter Beispiele aus Ihrer täglichen Laborarbeit,
Schwierigkeiten in den folgenden Bereichen zu analysieren und gemeinsam nach Lösungen
zu suchen:
Template-Präparation: DNA, RNA und cDNA
PCR und real time PCR Optimierung
Analytik der PCR Produkte
Um Ihre aktuellen Probleme und Fragestellungen aus Ihrer Praxis in den Kurs einzubringen
werden die Inhalte und Themen des Kurses erst im Vorfeld mit Ihnen
besprochen und festgelegt. Die Diskussion eigener Labordaten ist dabei ausdrücklich
erwünscht. Selbstverständlich ist die Geheimhaltung der Daten gewährleistet und
entsprechende Vereinbarungen können unterzeichnet werden.
Im allgemeinen theoretischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Schwierigkeiten bei den template-Präparationen: Inhibitoren, Mengen
Methoden zur Vermehrung der template-Menge vor der PCR
Kontrollen
Erstellung der Standardkurve: Stabilität, Genauigkeit und Exaktheit der Werte
Detektionsformate
Primer-Datenbanken und Primer-Design
Verschiedene Elektrophorese-Systeme
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter mit Grundkenntnissen
in der Molekularbiologie, die die PCR-Methodik in ihrem Labor optimieren
möchten.
Dozent
Dr. Johannes Becker-Follmann studierte Biologie und Philosophie in Saarbrücken und
Freiburg. Er promovierte am Institut für Humangenetik und Anthropologie über “Vergleichende
Genkartierungen bei Mensch und Maus“. Nach Forschungsaufenthalten
in Osaka/Japan, Freiburg und Berlin gründete er im Frühjahr 2000 das Institut für
Polymorphismus und Mutationsanalytik in Saarbrücken, das sich hauptsächlich mit
der Analyse von DNA verschiedener Spezies beschäftigt. Seit 2002 führt er Schwerpunktseminare
und Workshops zu PCR-Themen durch.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich direkt vor oder nach diesem Kurs:
Real Time PCR Labor-Kurs (S.92)
Termine
PA4691 25.05.2012
PA4692 12.10.2012
Kursbeginn 9:00 Uhr
Kursende ca. 16:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den eintägigen Kurs 439,- € (zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.

96
Molekularbiologie und PCR
6.16 DNA Sequenzierung Labor-Kurs
neu
Inhalte und Lernziele
Im Zeitalter der individuellen Genomprojekte und Mega-Sequenziercenter ist es wichtig
zu wissen, was Sie selbst sequenzieren können, was Sie außer Haus geben müssen,
was Routine ist und was mehr Sorgfalt erfordert , die Sie selbst kontrollieren möchten.
Dieser Kurs stellt Ihnen die historische Entwicklung des DNA-Sequenzierens dar, erläutert
die Möglichkeiten moderner HTS-Sequenziercenter, sowie der Next Generation
Sequencer (NGS). Er bereitet Sie vor, eine eigene Sequenziereinheit aufzubauen bzw.
anfallende Probleme mit schwierigen Sequenzierproben zu bewältigen. Die Inhalte
konzentrieren sich auf die Sequenzierung von Plasmiden und PCR-Produkten. Sie bearbeiten
den gesamten Prozess von der template-Präparation bis zur Auswertung der
Sequenzen mit gängigen Softwarepaketen und Internet-Datenbanken.
Im theoretischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Grundlagen der PCR und DNA-Sequenzierung
Geräte-Übersicht, Next Generation Sequencer
Präparation und Reinigung des Sequenzier-template und Probenversand
Tricks und Tipps zum Sequenzieren schwieriger templates
Auswertung der Rohdaten, Analyse einfacher Elektropherogramme und
Sequenzen aus gemischten klinischen Proben (ripseq)
Der Praxisteil umfasst:
Primer removal und Mengenbestimmung der template-Menge
Isolation eines DNA-Fragmentes aus dem Gel (Agarose-Gel)
Sequenzierungsreaktion: PCR-Produkt und Fragment (BandPick TM -System)
Bedienung eines Kapillar-Sequenzierers am Beispiel des CEQ 8000
Auswertung mit den Programmen Chromas, TraceEditPro und ripseq
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter mit Grundkenntnissen
in der Molekularbiologie.
Dozent
Dr. Johannes Becker-Follmann studierte Biologie und Philosophie in Saarbrücken und
Freiburg. Er promovierte am Institut für Humangenetik und Anthropologie über “Vergleichende
Genkartierungen bei Mensch und Maus“. Nach Forschungsaufenthalten
in Osaka/Japan, Freiburg und Berlin gründete er im Frühjahr 2000 das Institut für
Polymorphismus und Mutationsanalytik in Saarbrücken, das sich hauptsächlich mit
der Analyse von DNA verschiedener Spezies beschäftigt. Seit 2002 führt er Schwerpunktseminare
und Workshops zu PCR-Themen durch.
Kurssysteme
Folgende Kurse liegen zeitlich direkt vor oder nach diesem Kurs:
Mycoplasmen-Nachweis, Prävention und Eliminierung (S.29), STR-Analyse: Vaterschaftstests,
Pränatal-Diagnostik und Nachweis von Kreuzkontamination in der
Zellkultur (S.97)
Termine
PA4641 20.09. – 21.09.2012
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:30 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 16:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 679,- € (zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.

Molekularbiologie und PCR 97
6.17 STR-Analyse: Vaterschaftstests, Pränatal-Diagnostik und Nachweis
von Kreuzkontamination in der Zellkultur
neu
Inhalte und Lernziele
Die PCR ist mittlerweile eine der wichtigsten Methoden in der Molekularbiologie. Auf
der PCR-Technik basierte STR-Analysen (DNA-Fingerprints) dienen der eindeutigen
Identifizierung von Probenmaterialien bei Verwandtschaftsanalysen in der Humangenetik,
beim Ausschluss mütterlicher Kontamination in der Pränatal-Diagnostik, sowie
bei der Identifizierung von humanen Zelllinien in der Zellkultur. In jedem Punkt haben
die Fortschritte eine Disziplin revolutioniert oder sind im Begriff es zu tun. Der genetische
Fingerabdruck hat die Forensik schon revolutioniert und die Zelllinienidentifikation
wird hoffentlich in den nächsten 5 Jahren das größte und am längsten bekannte
Problem in der Zellkultur - die Kreuzkontaminationen - beheben. In diesem Kurs erhalten
Sie einen Überblick über alle Einsatzbereiche sowie deren Querverbindungen
und setzen das Gelernte im Praxisteil am Beispiel einer Zelllinien-Identifikation um.
Im theoretischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
PCR, DNA- und Genomaufbau, DNA-Polymorphismen und Kapillarelektrophorese
Entstehung und Stabilität von STRs, Mutationsrate von STRs
Anwendungsbeispiele: Vaterschaftstest, Pränatal-Diagnose, Zellidentifizierung
Methoden der Analyse von SNPs, STRs und VNTRs
Flussdiagramm für die Analyse einer Probe zur STR-Typisierung
Der Praxisteil umfasst:
Präparation der DNA aus Zellpellets oder Kulturmedium
STR-PCR und VNTR-PCR, Gelelektrophorese und Kapillarelektrophorese
Auswertung und Interpretation des STR-Profils, Datenbankabfrage
Berechnung der Vaterschaftswahrscheinlichkeit und Ausschlusswahrscheinlichkeit
Zielgruppe
Dozent
Kurssyteme
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter mit soliden
Grundkenntnissen in der Molekularbiologie und Zellbiologie.
Dr. Johannes Becker-Follmann studierte Biologie und Philosophie in Saarbrücken und
Freiburg. Er promovierte am Institut für Humangenetik und Anthropologie über “Vergleichende
Genkartierungen bei Mensch und Maus“. Nach Forschungsaufenthalten
in Osaka/Japan, Freiburg und Berlin gründete er im Frühjahr 2000 das Institut für
Polymorphismus und Mutationsanalytik in Saarbrücken, das sich hauptsächlich mit
der Analyse von DNA verschiedener Spezies beschäftigt. Seit 2002 führt er Schwerpunktseminare
und Workshops zu PCR-Themen durch.
Folgende Kurse liegen zeitlich direkt vor oder nach diesem Kurs:
Mycoplasmen-Nachweis, Prävention und Eliminierung (S.29), DNA Sequenzierung
Labor-Kurs (S.96)
Termine
PA4741 18.09. – 19.09.2012
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:30 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 16:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 649,- € (zzgl. MwSt.).
www.i-puma.de
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news

98
Molekularbiologie und PCR
6.18 Epigenetics Lab Course
Content and Learning Objective
Epigenetics is defined as the study of inherited changes in gene expression through
cell divisions. These changes are caused by mechanisms other than modifications in
the underlying DNA sequence. Recently, Diagenode has launched a new range of
products dedicated to 5-hmC studies. We expect that these kits and reagents may
represent the first and possibly most compelling set of validated products available
for the study of 5-hmC and 5-mC. In the course you will use these kits to perform a
chromatin analysis.
The theoretical part includes:
Chromatin structure
Post-translational modifications of histones and chromatin associated proteins
Different methods for chromatin cross-linking
Analysis of co-immunoprecipitated chromatin (PCR, Southern, ChIP-on-Seq)
Possible use of ChIP & MeDIP in the case of other model organisms
In the practical part, you will perform a chromatin and methylated DNA immunoprecipiation
from A-Z, starting with cultured cells (cross-linking using formaldehyde,
chromatin/DNA extraction, immunoprecipitation, PCR, data analysis).
Target Group
Technical and scientific staff members with basic knowledge and experience in molecular
biology.
Teacher
Dr. Ignacio Mazon studied Biochemistry at the University of Oviedo, Spain and at the
Ernst-Moritz-Arndt University of Greifswald. Later on he worked as a postdoctoral
fellow at the Institute of Biological Research and Biotechnology, National Hellenic
Research Foundation in Athens where he was part of the Marie Curie Research Training
Network TAF-Chromatin. Since 2009 he has been working at Diagenode as an
application scientist and he is an expert on ChIP and DNA Methylation applications.
Dr. Dominique Poncelet studied Biology at the University of Liège. During his PhD
he studied a family of highly conserved Zinc-finger proteins called KRAB in humans.
Since 2009 he has been working at Diagenode and is the head of the R&D department.
He is an expert in the development of ChIP and DNA Methylation (MeDIP,
hMeDIP and MIRA-MethylCap) kits.
Dates
PA4721 02.07. – 06.07.2012
Beginning of the course on the first day: 9:30 a.m.
End of the course on the last day: approx. 3:00 p.m.
Number of participants
The number of participants is limited to max. 8 persons in order to ensure the
best possible learning climate.
Participation fee
The fee for 5 days training amounts to 1,600 € (plus VAT).
Additional courses and courses with additional
spaces are listed at www.promocell-academy.com/news

Foto: Andrew Cowin
Studentenkuss
Fridolin Knösel, Konditormeister mit Leib und Seele, schuf diesen süßen Traum aus
Nougat, Waffel und Schokolade – den Sie sich in keinem Fall entgehen lassen sollten
– Ende des 19. Jahrhunderts. Im Café Knösel tauschten junge Damen, sehr zum Ärgernis
der Gouvernanten, heiße Blicke mit Studenten aus. Der Konditor, dem dies nicht
entging, überraschte eines Tages mit dem Konfekt, das er „Studentenkuss“ nannte.
Diese Küsse akzeptierten die Gouvernanten, wobei sie nicht verhindern konnten, dass
die echten weiter erträumt und später sicherlich verwirklicht wurden.

100
Proteinanalyse und Immunologie
7
7.1
Proteinanalyse und Immunologie
SDS-PAGE Basiskurs ................ 101
7.2 Western Blot Labor-Kompaktkurs ...... 102
7.3 Proteinreinigungs- und Analysemethoden 103
7.4 Protein- und Peptidanalytik mit
MALDI-TOF MS . .................. 104
7.5 Enzymatische Analysen und Enzymkinetik 105
7.6 Immunhistochemie Färbemethoden. .... 106
7.7 Immunohistochemistry Compact Course 107
7.8 ELISA Basiskurs . . .................. 108
7.9 ELISA Basic Course ................ 109
7.10 ELISA Aufbaukurs ................. 110
7.11 ELISA Advanced Course ............. 111

Proteinanalyse und Immunologie 101
7.1 SDS-PAGE Basiskurs
neu
Inhalte und Lernziele
Proteinanalytik wird in praktisch allen Sparten der molekularbiologischen Forschung
betrieben. Eine der gängigsten Methoden ist die elektrophoretische Auftrennung
in einem vertikalen Polyacrylamidgel. Die Einzelkomponenten eines komplexen
Proteingemisches können mittels Polyacrylamid-Gelelektrophorese (PAGE) voneinander
getrennt werden. Dabei wandert die Mischung aus zu trennenden Molekülen
unter Einfluss eines elektrischen Felds durch ein Gel, welches in einer ionischen
Pufferlösung liegt. Je nach Größe und Ladung der Moleküle bewegen sich diese unterschiedlich
durch das als Molekularsieb wirkende Gel.
In diesem Kurs lernen Sie verschiedene Varianten der Polyacrylamid-Gelelektrophorese
kennen sowie deren Anwendungsmöglichkeiten im molekularbiologischen Labor.
Im theoretischen Teil werden folgende Themen behandelt:
Grundlagen der Proteinanalytik
Proteinstruktur, -modifikationen und -synthese
Proteinisolation und quantitative Bestimmung
Proteinseparationsverfahren
Polyacrylamid-Gelelektrophorese (native und denaturierende Verfahren,
kontinuierliche und diskontinuierliche Systeme)
Verschiedene Detektionsverfahren und Auswertungsmöglichkeiten
Trouble Shooting
Der Praxisteil umfasst die vollständige Durchführung eines Western Blots:
Gießen von 1D-SDS-Polyacrylamidgelen
Proteinextraktion und quantitative Proteinbestimmung
Probenvorbereitung und Elektrophorese
Coomassie-Färbung und Silbernitratfärbung
Dokumentation
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter mit soliden
Grundkenntnissen in der Molekularbiologie.
Dozent
Dr. Britt Lemke studierte nach einer Ausbildung zur Biologielaborantin in Potsdam
Biologie. 2004 promovierte sie am Max-Delbrück-Centrum für Molekulare Medizin
in Berlin auf dem Gebiet der Hämatopoese. Im Anschluss arbeitete sie als Post-Doc in
der neurochirurgischen Universitätsklinik Heidelberg über Proteomics, Angiogenese,
Tumorgenese und Immuntherapie von Hirntumoren. Seit September 2008 ist sie bei
der PromoCell Academy als Labormanagerin und Dozentin tätig.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich direkt vor oder nach diesem Kurs:
Western Blot Labor-Kompaktkurs (S.102)
Termine
PA4731 27.03. – 28.03.2012
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:30 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 16:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 679,- € (zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news

102
Proteinanalyse und Immunologie
7.2 Western Blot Labor-Kompaktkurs
Inhalte und Lernziele
Einzelkomponenten eines komplexen Proteingemisches können durch Antikörper
spezifisch und hochempfindlich nachgewiesen werden. Bei der Trennung der Proteine
mittels Polyacrylamid-Gelelektrophorese sind die Proteine jedoch in einer Gelmatrix
und somit für die großen Antikörpermoleküle unzugänglich. Daher werden die Proteine
aus dem Gel auf eine dünne Membran übertragen (Western Blot). Es entsteht
ein Abdruck des Proteinmusters auf der Membran und spezifische Antikörper können
darauf ungehindert an gesuchte Proteine binden. Der Nachweis des zu detektierenden
Proteins erfolgt durch eine Farbreaktion oder Chemilumineszenz-Reaktion. Dieser
Kurs vermittelt Ihnen die Technik des Western Blots und am Ende des Kurses kennen
Sie die Vor- und Nachteile der verschiedenen Möglichkeiten des Immunoblottings
sowie unterschiedlicher Detektionsverfahren und können diese anwenden.
Im theoretischen Teil werden folgende Themen behandelt:
Grundlagen der Proteinanalytik und der Blot-Technik
Proteinextraktion und quantitative Bestimmung
Protein-Separationsverfahren
Basiswissen über Antikörper
Verschiedene Detektionsverfahren für den Western Blot (ECL, AP,
Phospho-Imager)
Trouble shooting
Der Praxisteil umfasst die vollständige Durchführung eines Western Blots:
Proteinextraktion und quantitative Proteinbestimmung
Probenvorbereitung
SDS-Polyacrylamid-Gelelektrophorese (Fertiggele)
Tank (Wet) und semidry blotting
Antigendetektion und mittels Antikörpern und colorimetrischer Farbreaktion
(alkalische Phosphatase)
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter mit soliden
Grundkenntnissen in der Molekularbiologie.
Dozent
Dr. Britt Lemke studierte nach einer Ausbildung zur Biologielaborantin in Potsdam
Biologie. 2004 promovierte sie am Max-Delbrück-Centrum für Molekulare Medizin
in Berlin auf dem Gebiet der Hämatopoese. Im Anschluss arbeitete sie als Post-Doc
in der neurochirurgischen Universitätsklinik Heidelberg auf den Gebieten Proteomics,
Angiogenese, Tumorgenese und Immuntherapie von Hirntumoren. Seit September
2008 ist sie bei der PromoCell Academy als Labormanagerin und Dozentin tätig.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich direkt vor oder nach diesem Kurs:
SDS-PAGE Basiskurs (S.101)
Termine
PA5011 29.03. – 30.03.2012
PA5012 22.10. – 23.10.2012
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:30 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 16:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 679,- € (zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.

Proteinanalyse und Immunologie 103
7.3 Proteinreinigungs- und Analysemethoden
Theorie
Inhalte und Lernziele
Der Begriff Proteomics umfasst die Erforschung des Proteoms, d.h. der Gesamtheit
aller in einer Zelle oder einem Lebewesen exprimierten Proteine. Kritisch für ein
aussagekräftiges Ergebnis in der Proteomforschung ist eine gezielte Probenvorbereitung.
Ziel des Kurses ist daher die Vermittlung unterschiedlicher Techniken der Probenvorbereitung
für die Proteomanalyse und das Erlernen der verschiedenen Grundoperationen
zur reproduzierbaren Aufarbeitung von Proteinproben aus Körperflüssigkeiten,
Zellkulturen, Bakterien, Hefen und Geweben. Weiterhin werden die Voraussetzungen
für Techniken zur Identifikation von Protein-Interaktionen diskutiert.
Im Kurs werden Ihnen u.a. folgende Kenntnisse intensiv vermittelt:
Proteinextraktion und Aufarbeitung von Proteinproben aus verschiedenem
Material
Depletion von abundanten Proteinen
Analyse von posttranslationalen Modifikationen (PTMs)
Probenvorbereitung für die zweidimensionale Gelelektrophorese
Massenspektrometrie
Immunologische Analysetechniken (Western Blot Analysen, ELISAs, Arrays,
Immunhistologie)
Protein-Interaktionsstudien
Lebendzell-Fluoreszenz-Mikroskopie von Proteinen
Chromatographische Aufreinigung von Proteinfraktionen
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter mit soliden
Grundkenntnissen in der Molekularbiologie und Zellbiologie.
Dozent
Dr. Gisela Lättig studierte Chemie mit Schwerpunkt Biochemie an der Carl-von-
Ossietzky-Universität in Oldenburg. Von 1998 bis 2003 war sie Mitarbeiterin einer
Strukturbiologiearbeitsgruppe am MDC in Berlin und beschäftigte sich mit der
Expression, Reinigung und Analyse von Proteinen. Sie promovierte dort über die
Einschleusung von Peptiden und Proteinen in lebende Zellen und klärt seit 2008 als
Post-Doc den Einfluss von antiproliferativ wirkenden Peptiden auf die Lokalisation
von Proteinen der DNA-Replikations-Maschinerie auf. Seit 2009 untersucht sie den
Einfluss von Proteinen bei der Zellzyklus-Regulation in embryonalen Neuronen und
deren Bedeutung bei Stress oder nach Schädigung postmitotischer Nervenzellen an
der Charité in Berlin.
Empfohlene Aufbaukurse
Protein- und Peptidanalytik mit MALDI-TOF MS (S.104), Western Blot Labor-Kompaktkurs
(S.102)
Termine
PA5031 26.04. – 27.04.2012
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 12 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 679,- € (zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news

104
Proteinanalyse und Immunologie
7.4 Protein- und Peptidanalytik mit MALDI-TOF MS
Theorie
Inhalte und Lernziele
Die Analyse eines Proteoms erfordert aufgrund der enormen Komplexität schnelle
Methoden zur Proteinidentifizierung. Da viele Komponenten eines Proteoms nur
in sehr geringen Mengen exprimiert werden, müssen diese Methoden zudem eine
hohe Nachweisempfindlichkeit aufweisen. Die Entwicklung schonender Ionisierungs-
Techniken und die Fortschritte bei der Genomsequenzierung erlauben nun den Einsatz
automatisierbarer und hoch sensitiver massenspektrometrischer (MS) Techniken
zur Identifizierung von Proteinen. Eine der verwendeten Techniken ist die MALDI
TOF MS (matrix-assisted laser desorption ionization, gekoppelt mit einem time of
flight Massenanalysator). In diesem Seminar werden Sie mit den Grundzügen der
Massenspektrometrie vertraut gemacht. Anschließend werden Ihnen die notwendigen
Teilschritte einer Protein-Identifizierung mit MALDI-TOF bzw. MALDI TOF/TOF
MS erläutert. Dieser theoretische Teil wird durch Demonstrationsversuche im Labor
vertieft. Außerdem werden die Möglichkeiten, aber auch die Schwierigkeiten dieser
Methode im Hinblick auf biologische Fragestellungen diskutiert.
Im Kurs wird Ihnen u.a. folgendes vermittelt:
MALDI-TOF-MS von Biomolekülen
Peaks und was dahinter steckt
Grundlagen der Peptidsequenzierung
Datenbanksuche zur Proteinidentifizierung
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter ohne und mit
Kenntnissen in der Massenspektrometrie.
Dozent
Dr. Thomas Ruppert promovierte nach dem Chemiestudium im Fachbereich Chemie
der Universität Regensburg auf dem Gebiet der Proteinreinigung/Proteinanalytik. Als
wissenschaftlicher Angestellter spezialisierte er sich auf Peptidanalytik in den medizinischen
Fakultäten der Universitäten Ulm, Heidelberg, München und Berlin. Seit 2000
leitet er die Biomolekulare Chemie, die Zentraleinrichtung für Massenspektrometrie
am Zentrum für Molekulare Biologie der Universität Heidelberg (ZMBH).
Termine
PA5041 08.10.2012
Kursbeginn 9:00 Uhr
Kursende ca. 16:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den eintägigen Kurs 389,- € (zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.

Proteinanalyse und Immunologie 105
7.5 Enzymatische Analysen und Enzymkinetik
Inhalte und Lernziele
Enzymatische Aktivitätstests spielen eine wichtige Rolle in der Biochemie, Biotechnologie
und medizinischen Diagnostik. In diesem Kurs werden Messtechniken und
Testsysteme für verschiedene Enzymaktivitäten sowie Beispiele zur Bestimmung
verschiedenster zellulärer Metabolite vorgestellt, gefolgt von einer Einführung in die
Entwicklung solcher Test- und Messsysteme (u.a. einfache und gekoppelte optische
Tests, Umsetzung chromogener und fluorogener Substrate). Faktoren, die die Enzymaktivität
und -stabilität während der Isolierung, der Lagerung sowie während
des Aktivitätstests selbst beeinflussen, werden behandelt und Fehlerquellen bei der
Durchführung solcher Messungen aufgezeigt. Breiten Raum nehmen auch kinetische
Analysen und die praxisorientierte Erarbeitung des zugehörigen theoretischen Hintergrunds
ein.
Im theoretischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Aktivität und Stabilität von Enzymen
Enzymatische Tests und Messtechniken
Quantitative Bestimmung von Metaboliten
Enzymkinetik (Michaelis-Menten-Gleichung)
Inhibitionen (Inhibitor-Konstante und IC50)
Der praktische Teil umfasst:
Photometrische und fluorimetrische Messungen
Enzymkinetische Messungen
Enzymatische Aktivitätstests
Quantitative Bestimmung von Metaboliten
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter mit biochemischen
Grundkenntnissen.
Dozent
PD Dr. Wulf Plaga studierte in Konstanz und Heidelberg Biologie und promovierte am
Institut für Biologische Chemie in Heidelberg. Von 1989 bis 1991 war er Forschungsstipendiat
am Max-Planck-Institut für Biochemie in Martinsried. Anschließend war er
als wissenschaftlicher Angestellter am ZMBH in Heidelberg tätig und habilitierte 2000
an der Fakultät für Biologie der Universität Heidelberg (Venia legendi für Molekularbiologie).
Seit 2000 ist er als Privatdozent an der Universität Heidelberg tätig.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich direkt vor oder nach diesem Kurs:
Pipettiertechnik - Good Pipetting Practice (S.77)
Termine
PA5051 17.10. – 19.10.2012
Kursbeginn (am ersten Tag) 13:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 16:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweieinhalbtägigen Kurs 789,- €
(zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news

106
Proteinanalyse und Immunologie
7.6 Immunhistochemie Färbemethoden
Inhalte und Lernziele
In der Immunhistochemie nutzt man die Spezifität von Antikörpern, um die Verteilung
von bestimmten Antigenen am histologischen Schnitt oder in der Zelle sichtbar
zu machen. Dazu eignen sich besonders Antigene, die spezifisch nur in bestimmten
Zelltypen oder nur in bestimmten Geweben auftreten.
Themen dieses Kurses sind unter anderem:
Grundlagen der Immunchemie (Verdünnung, Inkubation, Stabilität,
Kreuzreaktivität von Antikörpern etc.)
Färbemethoden (Fluoreszenz- und enzymatische Methoden)
Verarbeitung und Vorbereitung von Gewebe (Zellen, Paraffin und
Gefrierschnitte)
Antigen-Demaskierung
Kontrollen u.a. der Qualität und Standardisierung
Fehlerquellen und trouble shooting
Die Teilnehmer haben die Möglichkeit, ausgewählte eigene Färbungen mitzubringen
und diese mit dem Dozenten während des Kurses zu diskutieren.
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter die immunhistochemische
Methoden erlernen möchten oder bereits etablierte Methoden verbessern
wollen.
Dozent
Prof. Dr. Philipp Ströbel war von 1996 bis 2006 wissenschaftlicher Assistent am Pathologischen
Institut der Universität Würzburg. Seit 2006 ist er Oberarzt und Leiter
der Abteilung für Molekular-Pathologie am Pathologischen Institut des Universitätsklinikums
Mannheim der Universität Heidelberg. Außerdem ist er Dozent für das
Fach„Histologische Anatomie“ im Rahmen des Reformstudienganges MaReCum der
medizinischen Fakultät Mannheim.
Kurssysteme
Folgende Kurse liegen zeitlich direkt vor oder nach diesem Kurs:
Hautmodelle (S.36), Licht- und Fluoreszenzmikroskopie Basiskurs (S.69), OECD
Guidelines und REACH-Richtlinien für Hautmodelle (S.79)
Termine
PA5091 21.06. – 22.06.2012
PA5092 24.09. – 25.09.2012
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:30 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 16:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 749,- € (zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.

Proteinanalyse und Immunologie 107
7.7 Immunohistochemistry Compact Course
Content and Learning Objective
Immunohistochemistry is a versatile and highly specific technique for the detection
of antigens in cells or histological sections. However, to obtain reproducible results,
basic knowledge of protein biochemistry and specimen preparation as well as quality
control is indispensable.
This hands-on practical course will cover topics such as:
Immunochemistry and immunofluorescence basics, (dilution of antibodies,
incubation, stability, cross-reactivity etc.)
Different detection methods
Tissue processing: cell processing, paraffin and frozen section fixation, and
deparaffination of tissues
Antigen demasking
Standardization and quality control
Immunohistochemical staining procedures
Trouble shooting: problems such as high background, application of controls,
and false-positive results
For discussion with the trainer, the participants may bring selected stained tissue
samples with them.
Target Group
Technical and scientific staff members seeking practical guidance to establish or improve
their immunohistochemical techniques. Participants are invited to bring their
own slides for consultation during the course.
Teacher
Prof. Dr. Philipp Ströbel was a scientific assistant at the pathological institute of the
University Würzburg from 1996 to 2006. Since 2006, he has been head of the Department
of Molecular Pathology at the Institute of Pathology at the University Hospital
Mannheim/ Heidelberg. He is lecturer in Histological Anatomy and Histopathology at
the Medical Faculty Mannheim.
Dates
PA5101 26.04. – 27.04.2012
Beginning of the course on the first day:
End of the course on the last day:
9:30 a.m.
approx. 4:00 p.m.
Number of participants
The number of participants is limited to max. 8 persons in order to ensure the
best possible learning climate.
Participation fee
The fee for 2 days training amounts to 749 € (plus VAT).
Additional Aktuelle Zusatzkurse courses and und courses freie with Seminarplätze additional auf:
spaces are listed at www.promocell-academy.com/news

108
Proteinanalyse und Immunologie
7.8 ELISA Basiskurs
Inhalte und Lernziele
In diesem Seminar wird Ihnen die ELISA-Technik in Theorie und Praxis vermittelt.
Nach einer theoretischen Einführung in das Prinzip eines ELISAs werden Sie einen
Sandwich- und einen kompetitiven ELISA im Labor durchführen. Durch die anschließende
Auswertung der Ergebnisse werden Kriterien der Qualitätskontrolle, sowie die
möglichen Ursachen von Fehlern besprochen.
Im theoretischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
ELISA Grundlagen
Sandwich-ELISA
Kompetitive/ nicht-kompetitive Nachweisverfahren
Probenmaterial und die Vorbereitung von Proben
Antikörperwahl
Plastikoberflächen und Beschichtung
Standards und Kontrollen
Detektions-Systeme
ELISA Kenngrößen (Nachweisgrenze, Richtigkeit, Reproduzierbarkeit,
Wiederfindung, Linearität)
Auswertung der Daten und Qualitätskontrolle
Trouble shooting
Der Praxisteil umfasst:
Durchführung eines Sandwich-ELISA
Durchführung eines kompetitiven ELISA
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter, die in ihrem Labor
die ELISA-Technik etablieren möchten.
Dozent
Dr. Andrea Schrödel ist gelernte Biologielaborantin und studierte anschließend Biotechnologie
in Mannheim. Nach ihrer Diplomarbeit am European Molecular Biology
Laboratory (EMBL) in Heidelberg promovierte sie in der klinischen Kooperationseinheit
Gastroenterologische Onkologie (Klinikum Mannheim und Deutsches Krebsforschungszentrum
Heidelberg) über SMAD4 und Angiogenese im Pankreaskarzinom.
Heute arbeitet sie als Projektleiterin bei der Firma mtm laboratories AG in Heidelberg
mit dem Fokus auf die Neu- und Weiterentwicklung von Produkten zur Früherkennung
und Diagnose des Zervixkarzinoms und berät in technischen Fragen.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich direkt vor oder nach diesem Kurs:
ELISA Aufbaukurs (S.110)
Termine
PA5111 19.03. – 20.03.2012
PA5113 10.09. – 11.09.2012
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:30 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 16:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 719,- € (zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.

Proteinanalyse und Immunologie 109
7.9 ELISA Basic Course
Content and Learning Objective
In this course, you will learn the theory and practice of ELISA techniques, from sample
preparation and processing of multiwell plates to computeraided evaluation and
quality control of the results.
The theoretical part covers:
ELISA basics
Sample material and sample preparation
ELISA components: choice of antibodies, plastic ware, coating, standards, etc.
Standards and controls
Quality parameters: detection limit, accuracy, reproducibility, linearity, recovery
Evaluation of data and quality control
Trouble shooting
The practical part covers:
Performance of a Sandwich-ELISA
Performance of a competitive ELISA
Target Group
Technical and scientific staff members, who are interested in establishing and using
the ELISA technique in the laboratory.
Teacher
Dr. Andrea Schrödel’s studies led her to initially become a Biological Lab Technician
and thereafter to obtain a Biotechnology degree in Mannheim. Following this, she
pursued her diploma thesis at the European Molecular Biology Laboratory (EMBL)
in Heidelberg, and received her PhD from the Clinical Cooperation of Gastroenterological
Oncology (Clinical Center Mannheim and German Cancer Research Center
Heidelberg) for her work on SMAD4 and angiogenesis in pancreatic carcinoma. At
present she is employed by mtm laboratories AG as a project leader focusing on the
development of products for the early diagnosis of cervical carcinoma.
Course System
The following course takes place directly before or after the ELISA Basic Course:
ELISA Advanced Course (p.111)
Dates
PA5121 20.02. – 21.02.2012
Beginning of the course on the first day: 9:30 a.m.
End of the course on the last day: approx. 4:00 p.m.
Number of participants
The number of participants is limited to max. 8 persons in order to ensure the
best possible learning climate.
Participation fee
The fee for 2 days training amounts to 719 € (plus VAT).
Additional Aktuelle Zusatzkurse courses and und courses freie with Seminarplätze additional auf:
spaces are listed at www.promocell-academy.com/news

110
Proteinanalyse und Immunologie
7.10 ELISA Aufbaukurs
Inhalte und Lernziele
Nach der Teilnahme an diesem Seminar besitzen Sie das Wissen, um ELISAs in Ihrem
Umfeld zu etablieren. In Theorie-Modulen setzen Sie sich mit der Technik und den
Systemparametern auseinander. Im Praxis-Modul setzen Sie das Erlernte zur Lösung
einer analytischen Fragestellung um (Bestimmung der Verunreinigung eines Produktes
mit Hilfe eines biochemischen Assays). Hierzu bauen Sie unter Anleitung ein ELISA-
System auf und optimieren dieses. Abschließend werden im Rahmen einer systematischen
Fehleranalyse mögliche Schwachstellen des Systems erkannt und beseitigt.
Der Kurs behandelt folgende Schwerpunkte:
Kurze Einführung in die ELISA-Technik und Abgrenzung wichtiger Begriffe
Assayformate und Komponenten eines ELISA-Systems
Herstellung von Antikörper-Konjugaten
Möglichkeiten zur Optimierung der Komponenten
Auswahl des optimalen ELISA-Konzeptes
Optimierung von Robustheit und Haltbarkeit des Testsystems
Entwicklungsstrategie - von der Ermittlung der Anforderungen zum fertigen Assay
Ermittlung der Leistungsdaten - Verifizierung und Validierung eines ELISA
Trouble shooting durch systematische Fehleranalyse
Standardisierung
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter, die neue ELISA
Verfahren in ihrem Labor etablieren und optimieren oder im Rahmen von F&E zu
einem verkaufsfertigen Produkt weiterentwickeln möchten.
Dozenten
Dr. Matthias Herkert studierte in Heidelberg Biologie und promovierte über Metalloproteasen.
Danach arbeitete er am Zentrum für Molekularbiologie Heidelberg (ZMBH)
und der Universität Erlangen-Nürnberg an den Mechanismen neuronaler Degeneration.
2001 wechselte er zu mtm laboratories und war für die Entwicklung immundiagnostischer
Verfahren zur Krebs-Früherkennung verantwortlich. Seit 2008 arbeitet
er bei der Firma DRG Instruments in Marburg im Bereich ELISA-Entwicklung.
Dr. Michael Oed promovierte an der Universität Mainz über die Interaktion viraler und
eukaryotischer DNA. Danach arbeitete er als Projektleiter bei Byk-Sangtec Diagnostica
(ALTANA) und als Leiter der Entwicklung bei mtm laboratories. Seit 2010 ist Dr. Oed
als VP Produktentwicklung/QMB bei der Theracode GmbH für die Entwicklung immundiagnostischer
Verfahren und das Qualitätsmanegement verantwortlich. Dr. Oed
ist u.a. im Bereich cGMP-gerechte Entwicklung und Herstellung von IVD-Produkten
beratend für Unternehmen tätig.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich direkt vor oder nach diesem Kurs:
ELISA Basiskurs (S.108)
Termine
PA5131 21.03. – 23.03.2012
PA5133 12.09. – 14.09.2012
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:30 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 13:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweieinhalbtägigen Kurs 879,- € (zzgl.
MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.

Proteinanalyse und Immunologie 111
7.11 ELISA Advanced Course
Content and Learning Objective
In this ELISA course, you will be introduced to the possibilities of ELISA techniques
in theory and practically, and you will develop the competence to establish these
techniques in your laboratory. The theoretical module covers the possibilities and
parameters of different methods while in the practical parts, you will use these to solve
an analytical problem (determination of the degree of contamination in a product
using a biochemical assay). In order to do so, you independently establish an ELISA
system and you optimize it under assistance. Thereafter, a systematical error analysis is
discussed and possible short-comings of the system are identified and removed.
The course covers:
Short introduction to ELISA techniques and definition of important vocabulary
Assay formats
Components of ELISA systems
Generation of antibody conjugates
Possibilities for optimization of components
Choice of optimal ELISA concepts
Optimization of robustness and stability of the test system
Development strategy – from assessment of demand to the final assay
Determination of capacity – verification and validation of an ELISA
Trouble shooting by systematic error analysis
Standardization
Target Group
Technical and scientific staff members, who want to establish or optimize new ELISA
techniques or who want to develop an ELISA for sales.
Teacher
Dr. Matthias Herkert studied biology in Heidelberg and received his Ph.D. for the biochemical
characterization of metalloproteinases. Afterwards, he worked at the Center
of Molecular Biology Heidelberg (ZMBH) and later at the Emil-Fischer Center at the
University Erlangen-Nürnberg. In 2001, he joined mtm laboratories. There, he was
responsible for the development of diagnostic assays for the early detection of cervical
cancer. Since 2008, Dr. Herkert has been working for DRG Instruments in Marburg in
the field of ELISA development.
Course System
The following course takes place directly before or after the ELISA Advanced Course:
ELISA Basic Course (p.109)
Dates
PA5141 22.02. – 24.02.2012
Beginning of the course on the first day: 9:30 a.m.
End of the course on the last day: approx. 1:00 p.m.
Number of participants
The number of participants is limited to max. 8 persons in order to ensure the
best possible learning climate.
Participation fee
The fee for 2.5 days training amounts to 849 € (plus VAT).
Are Interesse you interested an einem Training an in-house Ihren training Räumen? session?
Please Sprechen just Sie get uns in touch einfach with darauf us. an.

112
Fermentation, Bioreaktoren & Mikrobiologie
8
Fermentation, Bioreaktoren &
Mikrobiologie
8.1 Mikrobiologie Basiskurs und Einführung
in die Qualitätskontrolle ............. 113
8.2 Mikrobiologische Qualitätskontrolle .... 114
8.3 Grundlagen der mikrobiellen
Fermentation ..................... 115
8.4 Von der Zellkulturflasche zum Bioreaktor 116
8.5 Computersimulation Bioreaktor und
Prozesstechnik .................... 117

Fermentation, Bioreaktoren & Mikrobiologie 113
8.1 Mikrobiologie Basiskurs und Einführung in die Qualitätskontrolle
Inhalte und Lernziele
In diesem Kurs werden die Grundlagen der Mikrobiologie in Theorie und Praxis vorgestellt.
Die Fortbildung vermittelt allen, die mit Mikroorganismen arbeiten, ein solides
Basiswissen. Unter anderem werden die in der Mikrobiologie wichtigen Begriffe erklärt
und ein Einstieg in eine wichtige Anwendung der Mikrobiologie, die mikrobiologische
Qualitätskontrolle, gegeben.
Folgende Themen werden im Theorieteil u.a. behandelt:
Einführung in die Mikrobiologie
Hemmung und Abtötung von Mikroorganismen
Nachweis und Bestimmung von Mikroorganismen
Mikrobiologische Qualitätskontrolle in Pharmaka, Lebensmitteln etc.
Pathogene Mikroorganismen
Im Praxisteil werden u.a. mikrobiologische Grundtechniken geübt:
Aseptisches Arbeiten, Sterilisieren und Desinfizieren
Identifizierung von Bakterien im Phasenkontrastmikroskop
Herstellung von Nährmedien
Anreicherung eines Endosporenbildners aus einer Bodenprobe
Charakterisierung von Mikroorganismen mit der „Bunten Reihe“
Keimzahlbestimmung und Wachstumskurve
Mikrobiologische Wasseruntersuchung
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter mit allgemeiner
Laborerfahrung. Die Veranstaltung eignet sich für Anfänger im Bereich der biologischen
Forschung, der Biotechnologie und der mikrobiologischen Qualitätskontrolle.
Dozent
Prof. Dr. rer. nat. Matthias Mack studierte Mikrobiologie an der Universität in Marburg
und Biochemie an der University Stockton (USA). Nach der Promotion (1995)
wechselte er zur Hoffmann-La Roche AG in Basel, wo er an der Verbesserung industrieller
Produktionsstämme arbeitete. Anschließend baute er die Abteilung Mikrobiologie
des Start-up-Unternehmens BASF-LYNX Bioscience AG in Heidelberg neu auf
und beschäftigte sich dort speziell mit der Expressionsanalyse von Mikroorganismen.
Seit dem Wintersemester 2000 vertritt er an der Fachhochschule Mannheim das Fach
molekulare Mikrobiologie in Forschung und Lehre.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich direkt vor oder nach diesem Kurs:
Mikrobiologische Qualitätskontrolle (S.114)
Termine
PA5511 26.11. – 28.11.2012
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:30 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 16:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den dreitägigen Kurs 1.049,- €
(zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news

114
Fermentation, Bioreaktoren & Mikrobiologie
8.2 Mikrobiologische Qualitätskontrolle
Inhalte und Lernziele
Die mikrobiologische Qualitätskontrolle soll sicherstellen, dass ein hergestelltes
Produkt ein festgelegtes und reproduzierbares Qualitätsniveau erreicht. Die hierzu
notwendigen Schritte reichen von der Kontrolle der eingesetzten Materialien und
Geräte bis zur Validierung der Testmethoden. In diesem Kurs werden in Theorie und
Praxis die Grundlagen der mikrobiologischen Qualitätskontrolle vorgestellt.
Im Theorieteil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Grundlagen der Mikrobiologie, Mikrobiologische Verfahren
Nachweis und Identifizierung von Mikroorganismen (Klassische mikrobiologische
Methoden; moderne Nachweismethoden)
Qualifizierung und Validierung
Qualitätskontrolle von Nährmedien
Mikrobiologische Prüfung von Arzneimitteln und Lebensmitteln (Pharmakopöen;
ISO-Normen, z.B. ISO 11133)
Umgang mit „Out of Specification“ – Ergebnissen (OOS)
Der Praxisteil umfasst u.a.:
Beimpfungstechniken
Leistungsprüfung von Nährmedien
Keimzahlbestimmung eines Produkts
Nachweis spezifischer Mikroorganismen (Selektivnährmedien / Mikroskopie)
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter mit soliden
Grundkenntnissen in der Mikrobiologie.
Dozent
Dr. Anja Rüger promovierte an der Universität Hohenheim im Fachbereich Mikrobiologie.
Anschließend war sie im Bereich der Umweltanalytik tätig, bevor sie als Sachverständige
für die mikrobiologische Lebensmitteluntersuchung an das Chemische
und Veterinäruntersuchungsamt Stuttgart wechselte. Seit 2004 ist sie bei der heipha
Dr. Müller GmbH Leiterin der Qualitätskontrolle von Fertignährmedien.
Dr. Yvonne Berghöfer-Hochheimer promovierte in Marburg im Bereich Molekularbiologie.
Danach entwickelte sie am HKI in Jena zellbasierte Assays für Steroidhormonrezeptoren.
Anschließend wechselte sie an die UC Berkeley und UC San Francisco in
Kalifornien, USA und spezialisierte sich weiter auf dem Gebiet der „Genregulation“ in
Mikroorganismen, höheren Zellen und HIV. Seit 2009 ist Frau Dr. Berghöfer-Hochheimer
im Produktmanagement der heipha Dr. Müller GmbH tätig.
Kurssysteme
Folgende Kurse liegen zeitlich direkt vor oder nach diesem Kurs:
Zellkultur unter GMP (S.28), Mikrobiologie Basiskurs und Einführung in die Qualitätskontrolle
(S.113)
Termine
PA5521 29.11. – 30.11.2012
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:30 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 16:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 679,- € (zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news

Fermentation, Bioreaktoren & Mikrobiologie 115
8.3 Grundlagen der mikrobiellen Fermentation
Theorie
Inhalte und Lernziele
Die Herstellung von Wertstoffen mit Hilfe von Mikroorganismen („mikrobielle
Fermentation“) ist ein sehr wichtiger Herstellungsprozess in unserer modernen Welt.
Mikrobiologen, Biochemiker, Zellbiologen und Verfahrensingenieure suchen ständig
nach neuen Wegen, um das Wachstum der Zellen bzw. die Produktbildung möglichst
noch optimaler zu gestalten. Dieser Theoriekurs führt in die mikrobiologischen,
biochemischen, molekularbiologischen und technischen Aspekte ein.
Folgende Punkte werden u.a. behandelt:
Biologische Grundlagen von Zellen
Ablauf biotechnologischer Verfahren
Wachstum von Mikroorganismen bzw. Zellkulturen
Produktbildung, Wachstumssubstrate (Nährmedien) und Energiequellen
Stoffwechsel von Mikroorganismen
Produktionsstämme und deren Optimierung
Gentechnisch veränderte Produktionsstämme (Metabolic Engineering) und
gentechnische Sicherheit
Fallstudie: Herstellung von rekombinantem Vitamin B2 im Bakterium
Bacillus subtilis
Fallstudie: Herstellung von rekombinanten Proteinen in der Hefe Pichia pastoris
Bioreaktorsysteme (Fermenter) und deren Aufbau
Sterilisation von Bioreaktoren
Zellernte, Produktgewinnung und Aufarbeitung
Zielgruppe
Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter, die mit klassischen oder modernen biotechnologischen
Prozessen arbeiten und einen Einstieg in die Produktion mit Hilfe von Mikroorganismen
suchen.
Dozent
Prof. Dr. rer. nat. Matthias Mack studierte Mikrobiologie an der Universität in Marburg
und Biochemie an der University Stockton (USA). Nach der Promotion (1995)
wechselte er zur Hoffmann-La Roche AG in Basel, wo er an der Verbesserung industrieller
Produktionsstämme arbeitete. Anschließend baute er die Abteilung Mikrobiologie
des Start-up-Unternehmens BASF-LYNX Bioscience AG in Heidelberg neu auf
und beschäftigte sich dort speziell mit der Expressionsanalyse von Mikroorganismen.
Seit dem Wintersemester 2000 vertritt er an der Fachhochschule Mannheim das Fach
molekulare Mikrobiologie in Forschung und Lehre.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich direkt vor oder nach diesem Kurs:
Von der Zellkulturflasche zum Bioreaktor (S.116)
Termine
PA5531 08.11. – 09.11.2012
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 12 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 679,- € (zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.

116
Fermentation, Bioreaktoren & Mikrobiologie
8.4 Von der Zellkulturflasche zum Bioreaktor
Theorie
Inhalte und Lernziele
Auf dem Weg von der Zellkulturflasche zum Produktionsmaßstab können verschiedenste
Bioreaktoren (z.B. Spinnerflasche, Rührkessel-Bioreaktor, „Disposable bags“,
Wirbelschichtreaktoren oder Hohlfasermodule) für die Gewinnung größerer Mengen
tierischer oder humaner Zellen oder deren Produkte (z.B. Antikörper) eingesetzt werden.
Dabei macht die Vielzahl und Komplexität der verfügbaren Typen den Einstieg
in die Bioreaktortechnologie schwierig. Dieser theoretische Kurs vermittelt Ihnen das
Basiswissen für die Auswahl und den Umgang mit Bioreaktoren für Zellkulturen.
Anhand eines typischen Labor-Bioreaktors werden die wesentlichen Elemente eines
Zellkultur-Bioreaktors demonstriert. Grundfunktionen des Bioreaktors werden anhand
von Simulationen mit einem „virtuellen“ Bioreaktor vermittelt.
Es werden u.a. folgende Themen behandelt:
Anforderungen an die Kultivierung tierischer und humaner Zellen
Übersicht Bioreaktoren für Zellkulturtechnik
Aufbau, Instrumentierung und Betrieb eines Labor-Bioreaktors
Prozessführung (Batch, Fed-Batch, kontinuierlich)
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter mit soliden Grundkenntnissen
in der Zellkultur und Zellbiologie, ohne Kenntnisse in Bioreaktortechnik.
Dozent
Prof. Dr.-Ing. Ralf Pörtner studierte Chemietechnik an der Universität Dortmund
und promovierte dort am Lehrstuhl für mechanische Verfahrenstechnik. Nach einem
Post-Doc-Aufenthalt an der University of Tsukuba, Japan übernahm er an der Technischen
Universität Hamburg-Harburg die Funktion des Oberingenieurs und Leiters der
Arbeitsgruppe „Zellkulturtechnik und Tissue Engineering“. Nach seiner Habilitation
wurde er 1997 zum Privatdozenten ernannt. Parallel war er als Lehrbeauftragter für
die HAW Hamburg tätig. Derzeit gehört er zu den Koordinatoren des Forschungsschwerpunktes
„Regeneration, Implantate und Medizintechnik“ der TU Hamburg-
Harburg.
Kurssysteme
Folgende Kurse liegen zeitlich direkt vor oder nach diesem Kurs:
Grundlagen der mikrobiellen Fermentation (S.115), Computersimulation Bioreaktor
und Prozesstechnik (S.117)
Termine
PA5541 06.11. – 07.11.2012
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 869,- € (zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news

Fermentation, Bioreaktoren & Mikrobiologie 117
8.5 Computersimulation Bioreaktor und Prozesstechnik
Theorie
Inhalte und Lernziele
Die Betriebsweise eines Bioreaktors richtet sich ganz wesentlich nach der Aufgabenstellung.
So sind Batch-Kulturen einfach und sicher durchzuführen, erbringen jedoch
meist nur geringe Zell- und Produktausbeuten. Durch einen Fed-Batch lässt sich die
Ausbeute erheblich steigern, erfordert jedoch spezielle Fütterungsstrategien. Kontinuierliche
Chemostat-Kulturen eignen sich vorzugsweise für die Ermittlung kinetischer
Kenndaten der Zellen. Perfusionskulturen mit Zellrückhaltung versprechen hohe
Zell- und Produktausbeuten. Im Kurs werden verschiedene Prozessführungsstrategien
sowie deren Vor- und Nachteile für entsprechende Fragestellungen diskutiert. Anhand
von Simulation mit einem „virtuellen“ Bioreaktor werden Batch-, Fed-Batch- und
Chemostat-Experimente durchgeführt und Strategien zur Erstellung von Versuchsplänen
sowie zur optimalen Führung dieser Prozesse vermittelt.
Schwerpunktthemen des Kurses sind unter anderem:
Betriebsweisen von Zellkultur-Bioreaktoren (Batch, Fed-Batch, Chemostat,
Perfusion)
Auswertung von Daten zur Kultivierung, Erstellung von Versuchsplänen
(Design of Experiments)
Ermittlung von Kenndaten für Zellkulturprozesse
Simulation der Strategien durch die Teilnehmer am PC
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter mit soliden
Grundkenntnissen in der Zellkultur und Zellbiologie sowie Grundkenntnissen in Bioreaktortechnik.
Dozent
Prof. Dr.-Ing. Ralf Pörtner studierte Chemietechnik an der Universität Dortmund
und promovierte dort am Lehrstuhl für mechanische Verfahrenstechnik. Nach einem
Post-Doc-Aufenthalt an der University of Tsukuba, Japan übernahm er an der Technischen
Universität Hamburg-Harburg die Funktion des Oberingenieurs und Leiters der
Arbeitsgruppe „Zellkulturtechnik und Tissue Engineering“. Nach seiner Habilitation
wurde er 1997 zum Privatdozenten ernannt. Parallel war er als Lehrbeauftragter für
die HAW Hamburg tätig. Derzeit gehört er zu den Koordinatoren des Forschungsschwerpunktes
„Regeneration, Implantate und Medizintechnik“ der TU Hamburg-
Harburg.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich direkt vor oder nach diesem Kurs:
Von der Zellkulturflasche zum Bioreaktor (S.116)
Termine
PA5551 08.11. – 09.11.2012
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 869,- € (zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news

118
Biomathematik und Statistik
9
9.1
Biomathematik und Statistik
Labormathematik Basiskurs .......... 119
9.2 Excel ® Basiskurs ................... 120
9.3 Biostatistik Basiskurs ................ 121
9.4 Statistik mit Excel ® ................. 122
9.5 Datenbankrecherche ............... 123
9.6 Statistische Auswertung von Microarrays 124

Biomathematik und Statistik 119
9.1 Labormathematik Basiskurs
Theorie
Inhalte und Lernziele
Dieser theoretische Kurs greift viele immer wiederkehrende Fragestellungen auf, die
Einsteigern aber auch Fortgeschrittenen im Labor das Leben oft schwer machen. Ziel
dieses Seminars ist es, gängige biologisch-mathematische Themen aufzuarbeiten und
zu üben.
Schwerpunkte dieses Kurses sind:
Molarität
Normalität
Prozentrechnung
Verdünnungsreihe
Herstellung einer Gebrauchslösung aus einer konzentrierten Lösung
Herstellung einer Gebrauchslösung aus zwei Vorratslösungen (Mischungskreuz)
Herstellung einer Gebrauchslösung unter Berücksichtigung der Dichte
Erstellen einer Kalibrierung und der Bestimmung einer Unbekannten
Konzentration mittels linearer Regression
Umrechnung von Mengenangabe in eine Konzentrationsangabe
Umrechnung von Nukleinsäuren [bp] und Proteinen [kD] in Gewichtsangaben
und Konzentrationsangaben
Berechnungen in der Zellkultur: Generationszeit und Generationszahl,
Zellzahlbestimmung
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter mit Grundkenntnissen
in der Zellkultur und Molekularbiologie.
Dozent
Marina Diwo machte am Deutschen Krebsforschungszentrum (DKFZ) in Heidelberg
eine Ausbildung zur Biologielaborantin. Anschließend hat sie zwei Jahre in der Abteilung
“Molekularbiologie der Zelle II“ am DKFZ reichhaltige Erfahrung im Bereich
Molekular- und Zellbiologie gesammelt. Im März 2006 wechselte sie in die Ausbildungsabteilung
des DKFZ und betreut hier die auszubildenden Biologielaboranten in
Theorie und Praxis.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich direkt vor oder nach diesem Kurs:
Qualitätsmanagement in der Zellkultur (S.26)
Termine
PA6011 13.03.2012
Kursbeginn 9:00 Uhr
Kursende ca. 16:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den eintägigen Kurs 389,- € (zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.

120
Biomathematik und Statistik
9.2 Excel ® Basiskurs neu Theorie
Dieser Kurs vermittelt Ihnen die Grundlagen des Tabellenkalkulationsprogramms MS-
Inhalte und Lernziele
Excel ® . Neben einer praxisorientierten Einführung wird das Handwerkszeug für die
Bearbeitung einfacher Datenstrukturen mit Excel ® geschult und am PC direkt umgesetzt.
Der Kurs ist insbesondere für Einsteiger (z.B. aus dem Laborbereich) konzipiert.
Ziel ist es, einen effizienten Umgang mit dem Pogramm im Hinblick auf Standardaufgaben
zu vermitteln.
Schwerpunkte dieses Kurses sind:
Excel ® Bildschirm und grundlegende Bezeichnungen
Tabellenblätter, Spalten, Zeilen, Zellen
Eingabe, Kommentare, Bewegen, Markieren
Formatierung
Gültigkeitsregeln, Fehlerroutinen
Zugriffschutz
Fehlermeldungen
Funktionen & Operatoren
Datenlisten & -tabellen
Diagramme
Drucken & Speichern
Praxisbeispiel: Präzisionskontrolle im Laborbereich
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter mit Grundkenntnissen
im Windows-Betriebssystem.
Dozent
Dr. Joachim Brade studierte Volkswirtschaftslehre mit Schwerpunkt Statistik an den
Universitäten Heidelberg und Mannheim. Seine Dissertation im Bereich Human-biologie
erfolgte an der Medizinischen Fakultät der Universität Ulm. Er arbeitete an verschiedenen
Forschungsinstituten, u.a. in der pharmazeutischen Industrie. Zurzeit ist er
an der Medizinischen Fakultät Mannheim der Universität Heidelberg als Lehrbeauftragter
für das Fach Biomathematik und Epidemiologie beschäftigt. Zu seinem Aufgabenbereich
gehört auch die statistische Beratung von medizinischen Doktoranden
und Ärzten am Universitätsklinikum Mannheim.
Empfohlener Aufbaukurs
Statistik mit Excel ® (S.122)
Termine
PA6061 01.03. – 02.03.2012
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 679,- € (zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news

Biomathematik und Statistik 121
9.3 Biostatistik Basiskurs
Theorie
Inhalte und Lernziele
Ziel dieses Kurses ist es, Sie mit den gängigsten statistischen Methoden vertraut zu
machen und diese anhand von konkreten Rechenbeispielen zu erklären und zu üben.
Themen des Kurses sind:
Beschreibende Statistik
Statistische Verteilungen (Normalverteilung, Prüfverteilungen)
Schätzfunktion und Konfidenzintervall
Übersicht: Tests für Mittelwerte (parametrische Verfahren)
Vergleich zweier unabhängiger Gruppen (Zwei-Stichproben t-Test)
Vergleich mehrerer unabhängiger Gruppen (einfache Varianzanalyse)
Exkurs: nicht-parametrische Verfahren
Regression und Korrelation
Tests für Häufigkeiten (Chi 2 -Test)
Zielgruppe
Technische, wissenschaftliche und medizinische Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter, zu
deren Aufgaben die Darstellung, Auswertung und Interpretation von Messergebnissen
gehören.
Dozent
Dr. Joachim Brade studierte Volkswirtschaftslehre mit Schwerpunkt Statistik an den
Universitäten Heidelberg und Mannheim. Seine Dissertation im Bereich Human-biologie
erfolgte an der Medizinischen Fakultät der Universität Ulm. Er arbeitete an verschiedenen
Forschungsinstituten, u.a. in der pharmazeutischen Industrie. Zurzeit ist er
an der Medizinischen Fakultät Mannheim der Universität Heidelberg als Lehrbeauftragter
für das Fach Biomathematik und Epidemiologie beschäftigt. Zu seinem Aufgabenbereich
gehört auch die statistische Beratung von medizinischen Doktoranden
und Ärzten am Universitätsklinikum Mannheim.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich direkt vor oder nach diesem Kurs:
GMP Basiskurs (S.74)
Termine
PA6021 18.06. – 19.06.2012
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 679,- € (zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.

122
Biomathematik und Statistik
9.4 Statistik mit Excel ® Theorie
In diesem Seminar wird der Umgang mit der Computersoftware Microsoft Excel ®
Inhalte und Lernziele
(Version Office 2003) zur statistischen Auswertung von Versuchsdaten geübt bzw.
vertieft.
Dabei werden folgende Themen in praktischen Übungen aufgegriffen:
Dateneingabe in Microsoft Excel ® (Rechteckstruktur, Zellen, Formate)
Funktionen in Microsoft Excel ®
Funktionsassistent Statistik (Matrixfunktionen)
Berechnung wichtiger statistischer Größen (deskriptive Statistik)
Grafische Darstellung von Daten und Ergebnissen (Diagrammtypen,
Scatter-Plots)
Durchführung statistischer Tests (insbesondere t-Test)
Erstellung eigener Funktionen
Limitationen statistischer Analysen unter Microsoft Excel ®
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter, die sich mit der
Auswertung, Interpretation und Darstellung von Messergebnissen befassen. Grundkenntnisse
in Microsoft Excel ® sind notwendig.
Dozent
Dr. Joachim Brade studierte Volkswirtschaftslehre mit Schwerpunkt Statistik an den
Universitäten Heidelberg und Mannheim. Seine Dissertation im Bereich Human-biologie
erfolgte an der Medizinischen Fakultät der Universität Ulm. Er arbeitete an verschiedenen
Forschungsinstituten, u.a. in der pharmazeutischen Industrie. Zurzeit ist er
an der Medizinischen Fakultät Mannheim der Universität Heidelberg als Lehrbeauftragter
für das Fach Biomathematik und Epidemiologie beschäftigt. Zu seinem Aufgabenbereich
gehört auch die statistische Beratung von medizinischen Doktoranden
und Ärzten am Universitätsklinikum Mannheim.
Termine
PA6031 10.12. – 11.12.2012
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 13:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den eineinhalbtägigen Kurs 579,- €
(zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.

Biomathematik und Statistik 123
9.5 Datenbankrecherche
Theorie
Inhalte und Lernziele
In der biowissenschaftlichen Forschung führt die Anwendung von molekularbiologischen
Arbeitsmethoden zu einer solchen Datenmenge, dass eine computergestützte
Aufarbeitung der Daten zur Routine geworden ist. Um ein Wiederauffinden und eine
effiziente Auswertung der Daten zu gewährleisten, sind viele Datenbanken, Suchmasken
und Sequenzanalyse-Programme entwickelt worden, die u.a. über das world
wide web zur Verfügung stehen. Detailkenntnisse über die Suchmasken sind für das
effiziente Arbeiten mit diesen tools unerlässlich. Der Schwerpunkt in diesem Kurs liegt
auf den Datenbanken und tools, die über die Webseiten des National Center for
Biotechnology Information (NCBI) zur Verfügung stehen. Die Suchmaske für Textsuche
(Entrez, PubMed), sowie die Suchparameter für eine Sequenzähnlichkeitssuche
(BLAST) werden im Detail diskutiert und trainiert. Des weiteren werden Webseiten
für Datenbanksammlungen und Sequenzanalyse-Programme vorgestellt, sowie
workflows für bioinformatische Analysen aufgezeigt. Gleichzeitig bietet der Kurs die
Möglichkeit, offene Fragen aus dem eigenen Anwendungsbereich zu diskutieren und
Lösungswege zu finden.
Themen des Kurses sind unter anderem:
NCBI Datenbanken - Inhalte und Recherchestrategien
Sequenzähnlichkeitssuche für DNA- und Proteinsequenzen (BLAST)
Sequenzanalysetools
Genomkarten mit dem MapViewer recherchieren und interpretieren
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter mit biologischem,
biotechnologischem oder Informatik-Hintergrund, die sich einen Überblick verschaffen
wollen und Hilfestellung bei der Recherche in Bioinformatikdatenbanken erwarten.
Die Kursteilnehmer sollten mit den grundlegenden molekularen und genetischen
Konzepten und ihrer Terminologie vertraut sein, sowie den Umgang mit Web-Browsern
beherrschen.
Dozent
Dr. Nicola Gaedeke absolvierte eine Ausbildung zur MTA in Hamburg, ein Studium
der Biologie an der Georg-August-Universität Göttingen und promovierte am MPI für
molekulare Pflanzenphysiologie in Golm bei Potsdam. In den Jahren darauf etablierte
sie als Fakultätsmitglied an der University of Utah, Salt Lake City, einen Bioinformatic
User Support Service und hat in enger Zusammenarbeit mit dem NCBI Kurse für
Bioinformatics Information Specialists in den USA entwickelt. 2003 gründete Sie
BioTools.info in Berlin und bietet Consulting und Fortbildungen im Bereich Datenbankrecherche
an.
Termine
PA6041 04.06. – 06.06.2012
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den dreitägigen Kurs 990,- € (zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news

124
Biomathematik und Statistik
9.6 Statistische Auswertung von Microarrays
Theorie
Inhalte und Lernziele
Die parallele Erfassung von Genexpressionsdaten mit Hilfe der Microarraytechnik
gewinnt in der biomedizinischen Forschung zunehmend an Bedeutung und verlangt
nach entsprechend angepassten Designs und Auswertemethoden. In diesem Kurs
werden klassische und neue Verfahren zur Klassifikation von Genen und zur Diagnose
von Patienten anhand von Expressionsdaten vorgestellt.
Themenschwerpunkte sind:
Microarrays: Einführung & Grundlagen
Differenzielle Analyse: Basismethoden (deskriptive Statistiken, Fold-Test, t-Test)
Co-regulation: Basismethoden (Korrelation und Regression)
Höhere gruppierende Verfahren: Algorithmen der Clusteranalyse
Höhere diskriminatorische Verfahren: logistische Regression
Analyse von Gengruppen
Spezifische Analyse am Beispiel von metabolischen Pfaden und Onkogenen
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter, die grundlegende
Kenntnisse in Statistik und in der Erhebung von Genexpressionsdaten mit Microarrays
besitzen.
Dozenten
Dr. Joachim Brade studierte Volkswirtschaftslehre mit Schwerpunkt Statistik an den
Universitäten Heidelberg und Mannheim. Seine Dissertation im Bereich Human-biologie
erfolgte an der Medizinischen Fakultät der Universität Ulm. Er arbeitete an verschiedenen
Forschungsinstituten, u.a. in der pharmazeutischen Industrie. Zurzeit ist er
an der Medizinischen Fakultät Mannheim der Universität Heidelberg als Lehrbeauftragter
für das Fach Biomathematik und Epidemiologie beschäftigt. Zu seinem Aufgabenbereich
gehört auch die statistische Beratung von medizinischen Doktoranden
und Ärzten am Universitätsklinikum Mannheim.
Dr. Britt Lemke studierte nach einer Ausbildung zur Biologielaborantin in Potsdam
Biologie. 2004 promovierte sie am Max-Delbrück-Centrum für Molekulare Medizin
in Berlin auf dem Gebiet der Hämatopoese. Im Anschluss arbeitete sie als Post-Doc
in der neurochirurgischen Universitätsklinik Heidelberg auf den Gebieten Proteomics,
Angiogenese, Tumorgenese und Immuntherapie von Hirntumoren. Seit September
2008 ist sie bei der PromoCell Academy als Labormanagerin und Dozentin tätig.
Termine
PA6051 09.07. – 10.07.2012
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 679,- € (zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.

Foto: Andrew Cowin
Zimmertheater
Das Erfolgsrezept von Deutschlands zweitältestem Privattheater ist es, mit Spaß und
Freude unterhaltsames Theater am Puls der Zeit zu präsentieren. Im Herzen der Altstadt
Heidelbergs in einem malerischen Hinterhof liegt die Bühne, die mit 93 Plätzen
seit über 50 Jahren wirklich hautnah am Zuschauer ist. Hervorragende Inszenierungen
sowie unvergessliche Erst- und Uraufführungen haben das Theater auch weit über die
Grenzen Heidelbergs hinaus bekannt gemacht. Planen Sie Ihren Besuch rechtzeitig –
die Karten sind rar.

126
Management und Soft Skills
10
10.1
Management und Soft Skills
Zeitmanagement ................... 127
10.2 Projektmanagement ................ 128
10.3 Datenpräsentation. ................. 129
10.4 Erfolgreich kommunizieren ........... 130
10.5 Führungsqualifikation und
Mitarbeitermotivation ............... 131
10.6 Teamaufbau und Teamentwicklung ..... 132

Management und Soft Skills 127
10.1 Zeitmanagement
Theorie
Inhalte und Lernziele
„Wie kann ich meinen Alltag effektiver gestalten? Und wie schaffe ich es, besser
mit Störungen umzugehen und die wichtigen Aufgaben termingerecht zu erledigen?
Wie bringe ich Privates und Berufliches besser unter einen Hut?“ Das sind wichtige
Fragen, die viele Menschen im Arbeitsalltag bewegen und auf die dieses Seminar
Antworten gibt. Sie lernen Ihre eigenen Stärken und Schwächen im Zeitmanagement
und Selbstmanagement kennen. Persönliche Zeitfresser und Störfaktoren im Alltag
werden identifiziert und der mögliche Umgang mit ihnen aufgezeigt. Sie lernen effektive
Hilfsmittel für die Zeit- und Aufgabenplanung kennen und erarbeiten sich
persönliche Veränderungsziele. Persönliche Fragestellungen können eingebracht und
aktiv bearbeitet werden.
Im Seminar werden folgende Themenschwerpunkte bearbeitet:
Wichtige und scheinbar wichtige Dinge im Leben identifizieren
Eigene Ziele und Prioritäten im Umgang mit der Zeit festlegen
Zeitdiebe und Störfaktoren identifizieren und ausschalten
„Nein Sagen“ lernen
Effektive Tools / Hilfsmittel zur Zeitplanung nutzen
Fallbeispiele der Teilnehmer einbringen
Zielgruppe
Alle, die ihre Zeit besser und effektiver nutzen wollen und mehr Zufriedenheit im
Umgang mit ihrer Zeit erfahren wollen.
Dozent
Susanne Breuer ist Ergotherapeutin, Lehrtherapeutin, Lehrtrainerin und Lehr-Coach.
Sie leitet seit 18 Jahren ein Ausbildungsinstitut in Heidelberg und ist seit zehn Jahren
Geschäftsführerin der hucon Akademie (human consulting) in Heidelberg. Außerdem
ist sie Dozentin an der Pädagogischen Hochschule Heidelberg und arbeitet seit
mehr als 7 Jahren mit der Unternehmensberatung “Wilhelm Consulting” ebenfalls in
Heidelberg zusammen. Ihre Themenschwerpunkte sind u.a. Führungskräfteentwicklung,
Einzel-Coachings, Konfliktmanagement, Ausbildung von Coaches und Trainern,
Teamentwicklung sowie verschiedene spezifische Bereiche der Kommunikation.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich direkt vor oder nach diesem Kurs:
Projektmanagement (S.128)
Termine
PA6511 25.06. – 26.06.2012
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 749,- € (zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.

128
Management und Soft Skills
10.2 Projektmanagement
Theorie
Inhalte und Lernziele
Die Budgets und Zeiträume zur Realisierung von Projekten werden immer geringer
bzw. kürzer. Umso wichtiger ist es, Projekte effektiv durchzuführen. Die rechtzeitige
Verfügbarkeit von Arbeitsergebnissen der Projektmitarbeiter ist dabei ein sehr wichtiger
Erfolgsfaktor. Darüber hinaus ist die frühzeitige Erkennung von Projekthindernissen
wie Terminverschiebungen, personellen und finanziellen Engpässen oder
Produktionsrisiken sowie deren Beseitigung bei Forschungsprojekten von elementarer
Bedeutung, um ein Projekt zeit- und kostengerecht abschließen zu können.
Im Seminar lernen Sie Projekte zu strukturieren, zu organisieren und zu führen. Sie
lernen die Grundlagen des Projektcontrollings kennen und eine angemessene Kommunikation
im Projekt als wesentlichen Erfolgsfaktor für gutes Projektmanagement
anzuwenden.
Sie können im Kurs eigene Beispiele, Fragen und Alltagssituationen einbringen.
Im Seminar werden folgende Themen behandelt:
Projekte strukturieren (Aufbau, Beteiligte, Gremien)
Projektziele definieren (Smarte Ziele, Delegation der Ziele)
Projektplanung und -controlling (Aktivitäten und Budgets)
Projektkommunikation (Meetings durchführen, zielführende Gespräche führen)
Projektmanagement-Tools (Checklisten, Analyse von EDV-Tools)
Zielgruppe
Projektleiter aus wissenschaftlichen und technischen Bereichen, Post-Docs, Führungskräfte
und Nachwuchsführungskräfte mit Verantwortung für
Forschungs- und Entwicklungsprojekte
Produktentwicklungsprojekte
Innovationsprojekte
Qualitätsprojekte
IT-Projekte
Organisationsprojekte
Dozent
Constantin Sander hat in Biologie promoviert und bringt mehrere Jahre Erfahrung in
den Bereichen Forschung und Lehre sowie Marketing und Vertrieb mit. Er arbeitet in
Heidelberg als Coach und Trainer mit den Schwerpunkten Business Coaching, Projektmanagement,
Selbstmanagement, Selbstmarketing, Präsentationstechniken und
Verkaufskommunikation.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich direkt vor oder nach diesem Kurs:
Zeitmanagement (S.127)
Termine
PA6521 28.06. – 29.06.2012
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 749,- € (zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news

Management und Soft Skills 129
10.3 Datenpräsentation
Theorie
Inhalte und Lernziele
Langatmige „Folienschlachten“, ermüdende Sitzungen mit Präsentationen, von
denen nur die Hälfte bei den Zuhörern ankommt, Poster, die Daten ohne nachhaltige
Aussagen transportieren: Wer kennt das nicht? Im Seminar lernen Sie, die Inhalte gut
„rüber zu bringen“, damit zu überzeugen und Ihre Ziele zu erreichen. Sie werden
mit wirksamen „Präsentationstricks“ vertraut gemacht. Sie können eigene Beispiele,
Fragen und Alltagssituationen, gerne auch bereits gehaltene oder vor Ihnen liegende
Präsentationen und Poster einbringen.
Im Seminar werden folgende Themenschwerpunkte bearbeitet:
Kernaussagen für das Zielpublikum formulieren
„Weniger ist mehr“ realisieren
Daten und Fakten zielgerichtet und wirksam aufbereiten
Wissenschaftliche Daten im Poster wirksam darstellen
Geeignete Präsentationsmedien auswählen
Dramaturgie der Präsentation verfeinern
Präsentationen „würzen“
Zielgruppe
Wissenschaftler, technische Mitarbeiter und Führungskräfte, die ihre Präsentationen
lebendiger und gleichzeitig wirksamer gestalten möchten, um ihre Zuhörer und Zuschauer
zu begeistern.
Dozent
Susanne Breuer ist Ergotherapeutin, Lehrtherapeutin, Lehrtrainerin und Lehr-Coach.
Sie leitet seit 18 Jahren ein Ausbildungsinstitut in Heidelberg und ist seit zehn Jahren
Geschäftsführerin der hucon Akademie (human consulting) in Heidelberg. Außerdem
ist sie Dozentin an der Pädagogischen Hochschule Heidelberg und arbeitet seit
mehr als 7 Jahren mit der Unternehmensberatung “Wilhelm Consulting” ebenfalls in
Heidelberg zusammen. Ihre Themenschwerpunkte sind u.a. Führungskräfteentwicklung,
Einzel-Coachings, Konfliktmanagement, Ausbildung von Coaches und Trainern,
Teamentwicklung sowie verschiedene spezifische Bereiche der Kommunikation.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich direkt vor oder nach diesem Kurs:
Erfolgreich kommunizieren (S.130)
Termine
PA6531 08.10. – 09.10.2012
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 749,- € (zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.

130
Management und Soft Skills
10.4 Erfolgreich kommunizieren
Theorie
Inhalte und Lernziele
Die Kommunikation spielt im beruflichen Umfeld eine zentrale Rolle. Aber was ist
das „Geheimnis“ überzeugender und gewinnender Kommunikation? Das Seminar
unterstützt Sie bei der Verbesserung Ihres eigenen Kommunikationsverhaltens mit
anderen Menschen. Ihre inneren Einstellungen und deren Beitrag zum Kommunikationsverhalten
und dem Gesprächserfolg werden identifiziert. Sie erlernen überzeugende
Kommunikation, die sich durch Fragen und Zuhören, Klarheit sowie positive
Einstellung zum Gesprächspartner auszeichnet und schaffen im Seminar die Basis
für eine Veränderung Ihres eigenen Kommunikationsverhaltens auch in schwierigen
Konfliktsituationen.
Im Seminar werden folgende Themen behandelt:
Überzeugt sein und damit überzeugen
Zielführende Fragetechnik
Besseres Verstehen durch aktives Zuhören
„Zwischen den Zeilen lesen“
Umgang mit schwierigen Emotionen
Konflikte gewinnbringend nutzen
Tipps und Tricks der überzeugenden Kommunikation
Zielgruppe
Mitarbeiter und Führungskräfte aus allen wissenschaftlichen und technischen
Bereichen, Projektleiter und alle, die andere Menschen für die eigenen Ziele gewinnen
wollen.
Dozent
Susanne Breuer ist Ergotherapeutin, Lehrtherapeutin, Lehrtrainerin und Lehr-Coach.
Sie leitet seit 18 Jahren ein Ausbildungsinstitut in Heidelberg und ist seit zehn Jahren
Geschäftsführerin der hucon Akademie (human consulting) in Heidelberg. Außerdem
ist sie Dozentin an der Pädagogischen Hochschule Heidelberg und arbeitet seit
mehr als 7 Jahren mit der Unternehmensberatung “Wilhelm Consulting” ebenfalls in
Heidelberg zusammen. Ihre Themenschwerpunkte sind u.a. Führungskräfteentwicklung,
Einzel-Coachings, Konfliktmanagement, Ausbildung von Coaches und Trainern,
Teamentwicklung sowie verschiedene spezifische Bereiche der Kommunikation.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich direkt vor oder nach diesem Kurs:
Datenpräsentation (S.129)
Termine
PA6541 04.10. – 05.10.2012
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 749,- € (zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.

Management und Soft Skills 131
10.5 Führungsqualifikation und Mitarbeitermotivation
Theorie
Inhalte und Lernziele
Der kompetente und gezielte Umgang mit einzelnen Mitarbeitern und Teams ist die
wichtigste Führungsaufgabe. Höhere Motivation der Teammitglieder, mehr Spaß
an der Arbeit und eine gute team performance sind der Lohn für gute Führung. Im
Seminar lernen Sie Teamprozesse kennen, verstehen und damit umzugehen. Ihre
Wahrnehmungsfähigkeit in Bezug auf Mitarbeiter wird geschärft und verschiedene
Führungsmethoden und Gesprächstechniken werden vorgestellt und geübt. Somit
können Sie die täglichen Führungsaufgaben besser wahrnehmen und die Leistung
Ihres Teams besser fördern.
Im Seminar werden folgende Themen behandelt:
Wirksame Führungstools und -stile
Effektive Zielvereinbarungen
Coaching als Führungsmethode
Gewinnbringende Mitarbeitergespräche
Hilfreiche Konfliktlösungsmethoden
Zielgruppe
Fach- und Führungskräfte aus allen wissenschaftlichen und technischen Bereichen,
Teamleiter, Projektleiter, alle, die effektive Führungstools erlernen möchten, um ihre
Führungsrolle im Alltag besser ausführen zu können.
Dozent
Susanne Breuer ist Ergotherapeutin, Lehrtherapeutin, Lehrtrainerin und Lehr-Coach.
Sie leitet seit 18 Jahren ein Ausbildungsinstitut in Heidelberg und ist seit zehn Jahren
Geschäftsführerin der hucon Akademie (human consulting) in Heidelberg. Außerdem
ist sie Dozentin an der Pädagogischen Hochschule Heidelberg und arbeitet seit
mehr als 7 Jahren mit der Unternehmensberatung “Wilhelm Consulting” ebenfalls in
Heidelberg zusammen. Ihre Themenschwerpunkte sind u.a. Führungskräfteentwicklung,
Einzel-Coachings, Konfliktmanagement, Ausbildung von Coaches und Trainern,
Teamentwicklung sowie verschiedene spezifische Bereiche der Kommunikation.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich direkt vor oder nach diesem Kurs:
Teamaufbau und Teamentwicklung (S.132)
Termine
PA6551 03.12. – 04.12.2012
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 749,- € (zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news

132
Management und Soft Skills
10.6 Teamaufbau und Teamentwicklung
Theorie
Inhalte und Lernziele
Ein wichtiger Baustein für die Steigerung der Teamleistung ist das Verständnis für
die Prozesse und Entwicklungsstufen, die in einem Team ablaufen. Höhere Motivation
der Teammitglieder, mehr Spaß an der Arbeit und eine gute Teamleistung sind
der Lohn für gutes Teammanagement. Im Seminar lernen Sie Teamprozesse kennen
und verstehen. Außerdem werden Ihnen Techniken vermittelt, wie Sie Teamprozessen
besser begegnen, sie aktiv beeinflussen und die Arbeitsfähigkeit Ihres Teams fördern
können. Sie können fallweise eigene Beispiele, Fragen und Problemstellungen aus
Ihrem Teamalltag einbringen.
Im Seminar werden folgende Themen behandelt:
Grundlagen der Teamarbeit
Vertrauensbildung im Team
Das eigene Verhalten im Team
Die Bedeutung des Einzelnen für das Team
Zielorientierte Kommunikation und Kooperation im Team
Interventionsmethoden in der Teamarbeit
Zielgruppe
Wissenschaftliche und technische Team- und Arbeitsgruppenleiter, Fach- und Führungskräfte
aus allen wissenschaftlichen und technischen Bereichen, Projektleiter
und alle, die das Geheimnis kennen lernen wollen, wie man Top-Leistungen im Team
erzielt.
Dozent
Susanne Breuer ist Ergotherapeutin, Lehrtherapeutin, Lehrtrainerin und Lehr-Coach.
Sie leitet seit 18 Jahren ein Ausbildungsinstitut in Heidelberg und ist seit zehn Jahren
Geschäftsführerin der hucon Akademie (human consulting) in Heidelberg. Außerdem
ist sie Dozentin an der Pädagogischen Hochschule Heidelberg und arbeitet seit
mehr als 7 Jahren mit der Unternehmensberatung “Wilhelm Consulting” ebenfalls in
Heidelberg zusammen. Ihre Themenschwerpunkte sind u.a. Führungskräfteentwicklung,
Einzel-Coachings, Konfliktmanagement, Ausbildung von Coaches und Trainern,
Teamentwicklung sowie verschiedene spezifische Bereiche der Kommunikation.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich direkt vor oder nach diesem Kurs:
Führungsqualifikation und Mitarbeitermotivation (S.131)
Termine
PA6561 06.12. – 07.12.2012
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 749,- € (zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.

Foto: Andrew Cowin
Heidelberger Bergbahnen
…aus den Dienstvorschriften Bergbahnpersonal (1907): „Damen belieben in der
Bahn die Beine übereinanderzuschlagen. Ganz abgesehen davon, daß damit ungebührlich
viel Platz beansprucht wird, ist diese Sitte eine ungehörige Rücksichtslosigkeit
gegenüber den anderen Insassen. Es wäre Sache der Schaffner, solchen Personen
die ihnen gebührende Zurechtweisung zu erteilen, auch dann, wenn diese in kostbaren
Pelzmänteln erscheinen.“ Heutzutage dürfen Sie ruhig die Beine übereinanderschlagen
und die romantische Fahrt auf den Königstuhl genießen.

134
Kurssysteme
Kurssysteme neu 6.4 Validierung in der Molekular-/Zell-Biologie
Diese Kurse liegen zeitlich direkt vor- oder nacheinander:
1.3 Einrichtung eines Zellkulturlabors
PA1031 07.02.2012
1.14 Zellkultur unter GMP
PA1251 08.02. - 10.02.2012
1.4 Sterile Arbeitstechnik Labor-Kompaktkurs
PA1041 27.02.2012
PA1042 03.12.2012
1.7 Zellkultur Labor-Kompaktkurs
PA1071 28.02.2012
PA1072 04.12.2012
1.14 Zellkultur unter GMP
PA1252 26.11. - 28.11.2012
8.2 Mikrobiologische Qualitätskontrolle
PA5521 29.11. - 30.11.2012
1.15 Mycoplasmen-Nachweis, Eliminierung
PA1162 17.09.2012
6.17 STR-Analyse
PA4741 18.09. - 19.09.2012
6.16 DNA Sequenzierung Labor-Kurs
PA4641 20.09. - 21.09.2012
1.16 Zellbanken/Kryokonservierung von Zellkulturen
PA1171 13.03.2012
1.12 Qualitätsmanagement in der Zellkultur
PA1141 14.03. - 16.03.2012
1.22 Hautmodelle
PA1231 26.09. - 27.09.2012
5.7 OECD Guidelines und REACH Richtlinien
PA1241 28.09.2012
3.3 Zellviabilitäts-, Proliferations-, Toxizitätstests
PA3031 14.03. - 15.03.2012
PA3032 07.11. - 08.11.2012
3.4 Apoptose-Assay Labor-Kompaktkurs
PA3041 16.03.2012
PA3042 09.11.2012
4.1 Licht- und Fluoreszenzmikroskopie Basiskurs
PA3511 19.06. - 20.06.2012
4.2 Fluoreszenzmikroskopie lebender Zellen
PA3521 21.06.2012
4.1 Licht- und Fluoreszenzmikroskopie Basiskurs
PA3511 19.06. - 20.06.2012
7.6 Immunhistochemie Färbemethoden
PA5091 21.06. - 22.06.2012
5.2 GMP Basiskurs
PA4022 24.09. - 25.09.2012
6.10 PCR Basiskurs
PA4652 26.09. - 27.09.2012
5.3 GCP Basiskurs
PA4051 28.09.2012
5.2 GMP Basiskurs
PA4021 14.06. - 15.06.2012
9.3 Biostatistik Basiskurs
PA6021 18.06. - 19.06.2012
5.5 Pipettiertechnik - Good Pipetting Practice
PA4041 18.04.2012
PA4711 19.04. - 20.04.2012
5.5 Pipettiertechnik - Good Pipetting Practice
PA4042 16.10.2012
7.5 Enzymatische Analysen und Enzymkinetik
PA5051 17.10. - 19.10.2012
5.5 Pipettiertechnik - Good Pipetting Practice
PA4042 16.10.2012
1.9 Zellkultur Trouble Shooting
PA1113 17.10. - 19.10.2012

Kurssysteme 135
6.9 PCR- und Primer-Design
PA4751 06.03. - 07.03.2012
6.13 Multiplex PCR Labor-Kurs
PA4681 08.03. - 09.03.2012
6.10 PCR Basiskurs
PA4651 17.04. - 18.04.2012
6.4 Validierung in der Molekular-/ Zell-Biologie
PA4711 19.04. - 20.04.2012
6.12 Real Time PCR Labor-Kurs
PA4671 22.05. - 24.05.2012
PA4672 09.10. - 11.10.2012
6.15 PCR und Real Time PCR Trouble Shooting
PA4691 25.05.2012
PA4692 12.10.2012
6.17 STR-Analyse
PA4741 18.09. - 19.09.2012
6.16 DNA Sequenzierung Labor-Kurs
PA4641 20.09. - 21.09.2012
7.1 SDS-PAGE Basiskurs
PA4731 27.03. - 28.03.2012
7.2 Western Blot Labor-Kompaktkurs
PA5011 29.03. - 30.03.2012
7.6 Immunhistochemie Färbemethoden
PA5092 24.09. - 25.09.2012
1.22 Hautmodelle
PA1231 26.09. - 27.09.2012
5.7 OECD Guidelines und REACH-Richtlinien
PA1241 28.09.2012
7.8 ELISA Basiskurs
PA5111 19.03. - 20.03.2012
PA5113 10.09. - 11.09.2012
7.10 ELISA Aufbaukurs
PA5131 21.03. - 23.03.2012
PA5133 12.09. - 14.09.2012
7.9 ELISA Basic Course
PA5121 20.02. - 21.02.2012
7.11 ELISA Advanced Course
PA5141 22.02. - 24.02.2012
8.1 Mikrobiologie Basiskurs
PA5511 26.11. - 28.11.2012
8.2 Mikrobiologische Qualitätskontrolle
PA5521 29.11. - 30.11.2012
8.4 Von der Zellkulturflasche zum Bioreaktor
PA5541 06.11. - 07.11.2012
8.5 Computersimulation Bioreaktor/Prozesstechnik
PA5551 08.11. - 09.11.2012
9.1 Labormathematik Basiskurs
PA6011 13.03.2012
1.12 Qualitätsmanagement in der Zellkultur
PA1141 14.03. - 16.03.2012
10.1 Zeitmanagement
PA6511 25.06. - 26.06.2012
10.2 Projektmanagement
PA6521 28.06. - 29.06.2012
10.4 Erfolgreich kommunizieren
PA6541 04.10. - 05.10.2012
10.3 Datenpräsentation
PA6531 08.10. - 09.10.2012
10.5 Führungsqualifikation, Mitarbeitermotivation
PA6551 03.12. - 04.12.2012
10.6 Teamaufbau und Teamentwicklung
PA6561 06.12. - 07.12.2012

136
Schlagwortregister
Schlagwortregister
Beschreibung
3D-Zellkultur
3D-Zellkultur Basiskurs
Adhäsion
Angiogenese
Angiogenese-Modelle
Antikörper
Antigen
Apoptose
Apoptose Labor-Kompaktkurs
Bioinformatik
Biomathematik
Bioreaktor
Biostatistik
Biostatistik Basiskurs
Blot
Blut-Hirn-Schranke
Cell Architecture
Cell Culture Basic Course
Cell Culture Lab Compact Course
Cell Culture Trouble Shooting
Cell Banking
Cell Normalization
Chemie
Chemotaxis adhärenter Säugerzellen
Chondrozyten
Cloning Strategies
Co-Kultur
Computersimulation Zellkultur
Contamination
CYTOO Chips
Cytotoxizität
Datenbankrecherche
Seite
1 - 9
32 (3D-Zellkultur Basiskurs), 35 (Blut-Hirn-Schranke-Modelle), 36 (Hautmodelle)
32 (3D-Zellkultur Basiskurs)
A
66 (Cell Normalization Using Adhesive Micropatterns)
32 (3D-Zellkultur Basiskurs), 33 (Sphäroidkultur), 34 (Angiogenese-Modelle)
34 (Angiogenese-Modelle)
102 (Western Blot Labor-Kompaktkurs), 103 (Proteinreinigungs- und Analysemethoden),
106 (Immunhistochemie Färbemethoden), 108 (ELISA Basiskurs), 110 (ELISA Aufbaukurs)
102 (Western Blot Labor-Kompaktkurs), 103 (Proteinreinigungs- und Analysemethoden),
106 (Immunhistochemie Färbemethoden), 108 (ELISA Basiskurs), 110 (ELISA Aufbaukurs)
57 (Zellviabilitäts-, Proliferations- und Toxizitätstests), 58 (Apoptose-Assay Labor-Kompaktkurs), 63 (Signaltransduktion)
58 (Apoptose Labor-Kompaktkurs)
123 (Datenbankrecherche), 124 (Statistische Auswertung von Microarrays)
B
119 (Labormathematik Basiskurs), 121 (Biostatistik Basiskurs), 122 (Statistik mit Excel), 124 (Statistische Auswertung von Microarrays)
116 (Von der Zellkulturflasche zum Bioreaktor), 117 (Computersimulation Bioreaktor und Prozesstechnik)
121 (Biostatistik Basiskurs), 122 (Statistik mit Excel), 124 (Statistische Auswertung von Microarrays)
121 (Biostatistik Basiskurs)
102 (Western Blot Labor-Kompaktkurs)
32 (3D-Zellkultur Basiskurs), 35 (Blut-Hirn-Schranke-Modelle)
C
66 (Cell Normalization Using Adhesive Micropatterns)
16 (Cell Culture Basic Course)
22 (Cell Culture Lab Compact Course)
24 (Cell Culture Trouble Shooting)
15 (Zellkultur Basiskurs), 23 (Zellkultur Trouble Shooting), 26 (Qualitätsmanagement in der Zellkultur),
30 (Zellbanken und Kryokonservierung von Zellkulturen)
66 (Cell Normalization Using Adhesive Micropatterns)
78 (Trennungsgang in der anorganisch-analytischen Chemie Basiskurs)
60 (Chemotaxis adhärenter Säugerzellen)
48 (Osteoblasten und Chondrozyten)
86 (Cloning Strategies)
32 (3D-Zellkultur Basiskurs), 35 (Blut-Hirn-Schranke-Modelle)
117 (Computersimulation Bioreaktor und Prozesstechnik)
16 (Cell Culture Basic Course), 19 (Aseptic Technique), 24 (Cell Culture Trouble Shooting)
66 (Cell Normalization Using Adhesive Micropatterns)
57 (Zellviabilitäts-, Proliferations- und Toxizitätstests), 58 (Apoptose-Assay Labor-Kompaktkurs), 59 (Zytotoxizitäts- und Mutagenitäts-Tests)
89 (PCR- und Primer-Design), 97 (STR-Analyse), 123 (Datenbankrecherche)
D
Datenpräsentation 129 (Datenpräsentation )
DIN ISO 9001 76 (DIN ISO 9001)
DNA Acetylierung
DNA Bestimmung
DNA Methylierung
DNA Sequenzierung
Durchflusszytometrie
Einfrieren
Einrichtung eines Zellkulturlabors
ELISA Advanced Course
ELISA Aufbaukurs
ELISA Basic Course
98 (Epigenetics Lab Course)
81 (Molekularbiologie Basiskurs)
98 (Epigenetics Lab Course)
96 (DNA Sequenzierung Labor-Kurs)
62 (Durchflusszytometrie)
E
15 (Zellkultur Basiskurs), 23 (Zellkultur Trouble Shooting), 26 (Qualitätsmanagement in der Zellkultur), 28 (Zellkultur unter GMP),
30 (Zellbanken und Kryokonservierung von Zellkulturen), 39 (Primärzellkultur Basiskurs)
17 (Einrichtung eines Zellkulturlabors)
111 (ELISA Advanced Course)
110 (ELISA Aufbaukurs)
109 (ELISA Basic Course)

Schlagwortregister 137
Beschreibung
Seite
ELISA Basiskurs
ELISA Trouble Shooting
Endothelzellen
Endothelzellen lymphatische
Endothelzellen mikrovaskulär Gehirn
Endothelzellen mikrovaskulär Haut
English Cell Culture Courses
English Cloning Strategies
English ELISA Courses
English Immunohistochemistry Compact Course
English Molecular Biology Compact Course
English PCR Basic Course
Enzymatische Analysen und Enzymkinetik
Epigenetics
Erfolgreich kommunizieren
Etablierung serumfreier Zellkulturen
Excel ®
FACS
Fermentation, Zellkultur
Fermentation mikrobielle
Fluoreszenzmikroskopie
Führungsqualifikation und Mitarbeitermotivation
GCP
Gelelektrophorese
Glatte Muskelzellen
GLP
GMP
Hämatopoetische Stammzellen
Hautmodell
Hepatozyten
HUVEC
Hybridisierung in situ
108 (ELISA Basiskurs)
108 (ELISA Basiskurs), 109 (ELISA Basic Course), 110 (ELISA Aufbaukurs), 111 (ELISA Advanced Course)
34 (Angiogenese-Modelle), 35 (Blut-Hirn-Schranke-Modelle), 39 (Primärzellkultur Basiskurs), 42 (Mikro- und Makrovaskuläre Endothelzellen),
43 (HUVEC), 44 (Lymphatische Endothelzellen), 56 (Transfektion und Reportergenanalyse)
44 (Lymphatische Endothelzellen)
35 (Blut-Hirn-Schranke-Modelle), 42 (Mikro- und Makrovaskuläre Endothelzellen)
42 (Mikro- und Makrovaskuläre Endothelzellen)
16 (Cell Culture Basic Course), 19 (Aseptic Technique), 22 (Cell Culture Lab Compact Course), 24 (Cell Culture Trouble Shooting),
27 (Quality Management in Cell Culture Labs)
86 (Cloning Strategies)
109 (ELISA Basic Course), 111 (ELISA Advanced Course)
107 (Immunhistochemistry Compact Course)
82 (Molecular Biology Basic Course)
91 (PCR Basic Course)
105 (Enzymatische Analysen und Enzymkinetik)
98 (Epigenetics Lab Course)
130 (Erfolgreich kommunizieren)
25 (Etablierung serumfreier Zellkulturen)
122 (Statistik mit Excel), 120 (Excel ® Basiskurs)
62 (Durchflusszytometrie)
F
116 (Von der Zellkulturflasche zum Bioreaktor), 117 (Computersimulation Bioreaktor und Prozesstechnik)
115 (Grundlagen der mikrobiellen Fermenation)
69 (Licht- und Fluoreszenmikroskopie), 70 (Fluoreszenzmikroskopie lebender Zellen)
131 (Führungsqualifikation und Mitarbeitermotivation), 132 (Teamaufbau und Teamentwicklung)
75 (GCP Basiskurs)
G
81 (Molekularbiologie Basiskurs), 82 (Molecular Biology Basic Course), 101 (SDS-PAGE Basiskurs), 102 (Western Blot Labor-Kompaktkurs)
45 (Glatte Muskelzellen)
73 (GLP und QM Basiskurs)
74 (GMP Basiskurs), 28 (Zellkultur unter GMP)
51 (Hämatopoetische Stammzellen)
36 (Hautmodelle), 46 (Keratinozyten), 79 (OECD Guidelines und REACH-Richtlinien)
49 (Hepatozyten)
34 (Angiogenese-Modelle), 39 (Primärzellkultur Basiskurs), 43 (HUVEC)
88 (In situ Hybridisierung)
H
Hypoxiemodelle in vitro
Immunchemische Färbemethoden
31 (Hypoxiemodelle in vitro)
106 (Immunhistochemie Färbemethoden)
I
Immunohistochemistry Compact Course
Impendanz
In situ Hybridisierung
In vitro Modelle
107 (Immunhistochemistry Compact Course)
55 (Real Time Zellanalyse)
88 (In situ Hybridisierung)
31 (Hypoxiemodelle in vitro), 32 (3D-Zellkultur Basiskurs), 33 (Sphäroidkultur), 34 (Angiogenese-Modelle), 35 (Blut-Hirn-Schranke-Modelle),
36 (Hautmodelle)
ISO 9001 76 (DIN ISO 9001)
Kardiomyozyten
41 (Kardiomyozyten)
K
Keratinozyten
Klonierung Trouble Shooting
Klonierungsstrategien
Knochenzellen
Kommunikation
36 (Hautmodelle), 46 (Keratinozyten), 79 (OECD Guidelines und REACH-Richtlinien)
83 (Molekularbiologie Trouble Shooting), 85 (Klonierungsstrategien)
85 (Klonierungsstrategien)
48 (Osteoblasten und Chondrozyten)
130 (Erfolgreich kommunizieren), 131 (Führungsqualifikation und Mitarbeitermotivation), 132 (Teamaufbau und Teamentwicklung)

138
Schlagwortregister
Schlagwortregister
Beschreibung
Seite
Kontamination
Kreuzkontamination, Zellkultur
Kryokonservierung
Label-free Zellanalyse
Labormathematik Basiskurs
Leberzellen
Licht- und Fluoreszenzmikroskopie
Lipid Rafts
Liquid Handling
Lymphatische Endothelzellen
MALDI-TOF
Management
15 (Zellkultur Basiskurs), 18 (Sterile Arbeitstechnik Labor-Kompaktkurs), 23 (Zellkultur Trouble Shooting), 26 (Qualitätsmanagement in der Zellkultur),
29 (Mycoplasmen-Nachweis, Prävention und Eliminierung), 39 (Primärzellkultur Basiskurs), 97 (STR-Analyse)
97 (STR-Analyse)
15 (Zellkultur Basiskurs), 23 (Zellkultur Trouble Shooting), 26 (Qualitätsmanagement in der Zellkultur),
30 (Zellbanken und Kryokonservierung von Zellkulturen), 39 (Primärzellkultur Basiskurs), fast alle zelltypspezifischen Kurse
55 (Real Time Zellanalyse)
119 (Labormathematik Basiskurs)
49 (Hepatozyten)
69 (Licht- und Fluoreszenmikroskopie)
64 (Lipid Rafts)
77 (Pipettiertechnik - Good Pipetting Practice)
44 (Lymphatische Endothelzellen)
L
M
103 (Proteinreinigungs- und Analysemethoden), 104 (Protein- und Peptidanalytik mit MALDI-TOF MS)
127 (Zeitmanagement), 128 (Projektmanagement), 131 (Führungsqualifikation und Mitarbeitermotivation), 132 (Teamaufbau und Teamentwicklung)
Massenspektrometrie 103 (Proteinreinigungs- und Analysemethoden), 100 (Protein- und Peptitanalytik mit MALDI-TOF M)
Melanozyten
Mesenchymale Stammzellen
Mikro- und makrovaskuläre Endothelzellen
Microarrays
Micropatterns
Mikrobielle Fermentation
Mikrobiologie
Mikrobiologie Basiskurs
Mikrobiologische Qualitätskontrolle
Mikroskopie Bildanalyse
Mikroskopie Fluoreszenz-
Mikroskopie Licht-
Mitarbeitermotivation
Molecular Biology Basic Course
Molekularbiologie Basiskurs
Molekularbiologie Trouble Shooting
Molekularbiologie Validierung
Multiplex PCR
Muskelzellen
Mutagenität
Mycoplasmen
Mycoplasmen Nachweis
Nierenepithelzellen
Osteoblasten
Oxidativer Stress
PAGE
Passagieren
PCR Basic Course
PCR Basiskurs
47 (Melanozyten)
52 (Mesenchymale Stammzellen)
42 (Mikro- und Makrovaskuläre Endothelzellen)
124 (Statistische Auswertung von Microarrays)
66 (Cell Normalization Using Adhesive Micropatterns)
111 (Grundlagen der mikrobielle Fermenation)
113 (Mikrobiologie Basiskurs), 114 (Mikrobiologische Qualitätskontrolle), 111 (Grundlagen der mikrobielle Fermenation)
113 (Mikrobiologie Basiskurs)
114 (Mikrobiologische Qualitätskontrolle)
34 (Angiogenese-Modelle)
69 (Licht- und Fluoreszenmikroskopie), 70 (Fluoreszenzmikroskopie lebender Zellen), 88 (In situ Hybridisierung),
106 (Immunhistochemie Färbemethoden)
69 (Licht- und Fluoreszenmikroskopie)
131 (Führungsqualifikation und Mitarbeitermotivation), 132 (Teamaufbau und Teamentwicklung)
82 (Molecular Biology Basic Course)
81 (Molekularbiologie Basiskurs)
83 (Molekularbiologie Trouble Shooting)
84 (Validierung in der Molekular und Zell-Biologie)
89 (PCR- und Primer-Design), 93 (Multiplex PCR Labor-Kurs)
41 (Kardiomyozyten), 45 (Glatte Muskelzellen)
59 (Zytotoxizitäts- und Mutagenitäts-Tests)
15 (Zellkultur Basiskurs), 23 (Zellkultur Trouble Shooting), 26 (Qualitätsmanagement in der Zellkultur), 29 (Mycoplasmen-Nachweis, Prävention und
Eliminierung)
23 (Zellkultur Trouble Shooting) 29 (Mycoplasmen-Nachweis, Prävention und Eliminierung)
50 (Nierenepithelzellen)
48 (Osteoblasten und Chondrozyten)
65 (Oxidativer Stress)
N
O
101 (SDS-PAGE Basiskurs), 102 (Western Blot Labor-Kompaktkurs)
P
15 (Zellkultur Basiskurs), 21 (Zellkultur Labor-Kompaktkurs), 23 (Zellkultur Trouble Shooting), 26 (Qualitätsmanagement in der Zellkultur)
39 (Primärzellkultur Basiskurs), alle zelltypspezifischen Kurse
91 (PCR Basic Course)
90 (PCR Basiskurs)

Schlagwortregister 139
Beschreibung
Seite
PCR Diagnostik
PCR Multiplex
PCR Real Time
PCR Trouble Shooting
PCR Basiswissen
PCR Probleme
Pigmentzellen
Pipetten-Kalibrierung und Wartung
Polyacrylamidgele
94 (PCR in der medizinischen Diagnostik und Gen-Diagnostik), 97 (STR-Analyse)
89 (PCR- und Primer-Design), 93 (Multiplex PCR Labor-Kurs)
92 (Real Time PCR Labor-Kurs), 94 (PCR in der medizinischen Diagnostik und Gen-Diagnostik)
95 (PCR und Real Time PCR Trouble Shooting)
81 (Molekularbiologie Basiskurs), 90 (PCR Basiskurs)
95 (PCR und Real Time PCR Trouble Shooting)
47 (Melanozyten)
77 (Pipettiertechnik - Good Pipetting Practice)
101 (SDS-PAGE Basiskurs), 102 (Western Blot Labor-Kompaktkurs)
Präsentation Daten 129 (Datenpräsentation )
Prävention Mycoplasmen
Primärzellkultur
Primärkultur Tumorgewebe
Primärzellkultur Basiskurs
Primer-Design
Projektmanagement
Proliferationassay
Proteinanalyse
15 (Zellkultur Basiskurs), 23 (Zellkultur Trouble Shooting), 26 (Qualitätsmanagement in der Zellkultur),
29 (Mycoplasmen-Nachweis, Prävention und Eliminierung), 39 (Primärzellkultur Basiskurs)
39 (Primärzellkultur Basiskurs) , 39 (Kardiomyozyten), 42 (Mikro- und Makrovaskuläre Endothelzellen), 43 (HUVEC),
44 (Lymphatische Endothelzellen), 45 (Glatte Muskelzellen), 46 (Keratinozyten), 47 (Melanozyten), 48 (Osteoblasten und Chondrozyten),
49 (Hepatozyten), 50 (Nierenepithelzellen)
40 (Primärkultur aus Tumorgewebe)
39 (Primärzellkultur Basiskurs)
89 (PCR- und Primer-Design)
128 (Projektmanagement)
57 (Zellviabilitäts-, Proliferations- und Toxizitätstests), 59 (Zytotoxizitäts- und Mutagenitäts-Tests)
81 (Molekularbiologie Basiskurs), 101 (SDS-PAGE Basiskurs), 102 (Western Blot Labor-Kompaktkurs),
103 (Proteinreinigungs- und Analysemethoden), 100 (Protein- und Peptitanalytik mit MALDI-TOF
Proteinreinigung
103 (Proteinreinigungs- und Analysemethoden)
Q
Qualitätskontrolle 29 (Mycoplasmen-Nachweis, Prävention und Eliminierung), 73 (GLP und QM Basiskurs), 74 (GMP Basiskurs), 75 (GCP Basiskurs), 76 (DIN ISO 9001),
77 (Pipettiertechnik - Good Pipetting Practice), 78 (Trennungsgang in der anorganisch-analytischen Chemie Basiskurs),
84 (Validierung in der Molekular und Zell-Biologie), 114 (Mikrobiologische Qualitätskontrolle)
Qualitätsmanagement
Qualitätsmanagement in der Zellkultur
Quality Management in Cell Culture Labs
Real Time PCR
Real Time PCR Trouble Shooting
Real Time Zellanalyse
Reportergenanalyse
26 (Qualitätsmanagement in der Zellkultur), 28 (Zellkultur unter GMP), 73 (GLP und QM Basiskurs), 74 (GMP Basiskurs), 75 (GCP Basiskurs),
76 (DIN ISO 9001), 78 (Trennungsgang in der anorganisch-analytischen Chemie Basiskurs)
26 (Qualitätsmanagement in der Zellkultur), 28 (Zellkultur unter GMP)
27 (Quality Management in Cell Culture Labs)
R
89 (PCR- und Primer-Design), 92 (Real Time PCR Labor-Kurs), 95 (PCR und Real Time PCR Trouble Shooting)
95 (PCR und Real Time PCR Trouble Shooting)
55 (Real Time Zellanalyse)
56 (Transfektion und Reportergenanalyse)
Richtlinien 28 (Zellkultur unter GMP), 73 (GLP und QM Basiskurs), 74 (GMP Basiskurs), 76 (DIN ISO 9001)
RNA Analyse
RNA Interferenz
SDS-PAGE
Sequenzierung DNA
siRNA
Signaltransduktion
SOP
Sphäroidkultur
Stammzellen
Statistik
Sterile Arbeitstechnik Aufbauworkshop
Sterile Arbeitstechnik Labor-Kompaktkurs
Sterile Working
Steriles Arbeiten
Stress oxidativer
81 (Molekularbiologie Basiskurs), 88 (In situ Hybridisierung)
87 (RNA Interferenz)
S
101 (SDS-PAGE Basiskurs), 102 (Western Blot Labor-Kompaktkurs)
96 (DNA Sequenzierung Labor-Kurs)
87 (RNA Interferenz)
63 (Signaltransduktion), 64 (Lipid Rafts)
26 (Qualitätsmanagement in der Zellkultur), 28 (Zellkultur unter GMP), 73 (GLP und QM Basiskurs), 74 (GMP Basiskurs)
32 (3D-Zellkultur Basiskurs), 33 (Sphäroidkultur), 34 (Angiogenese-Modelle)
51 (Hämotopoetische Stammzellen), 52 (Mesenchymale Stammzellen)
121 (Biostatistik Basiskurs), 122 (Statistik mit Excel), 124 (Statistische Auswertung von Microarrays)
20 (Sterile Arbeitstechnik Aufbauworkshop)
18 (Sterile Arbeitstechnik Labor-Kompaktkurs)
16 (Cell Culture Basic Course), 19 (Aseptic Technique)
15 (Zellkultur Basiskurs), 18 (Sterile Arbeitstechnik Labor-Kompaktkurs), 20 (Sterile Arbeitstechnik Aufbauworkshop)
65 (Oxidativer Stress)

140
Schlagwortregister
Schlagwortregister
Beschreibung
Teamaufbau
Seite
132 (Teamaufbau und Teamentwicklung)
T
Toxikologie
Toxizitätstest
Transduktion virale
Transfektion
Trennungsgang
Tumorzelle
Validierung
Viabilität
Von der Zellkulturflasche zum Bioreaktor
Western Blot
Zeitmanagement
Zellanalyse
Zellbank
Zellkultur 3D
Zellkultur Basiskurs
Zellkultur in Flusskammern
Zellkultur, Kreuzkontamination
Zellkultur Qualitätsmanagement
Zellkultur serumfrei
Zellkultur Trouble Shooting
Zellkultur unter GMP
Zellkultur-Bioreaktor
Zellkulturlabor
Zelllinie
Zelltod programmierter
Zellviabilitätstest
Zytotoxizität
57 (Zellviabilitäts-, Proliferations- und Toxizitätstests), 59 (Zytotoxizitäts- und Mutagenitäts-Tests)
57 (Zellviabilitäts-, Proliferations- und Toxizitätstests), 59 (Zytotoxizitäts- und Mutagenitäts-Tests)
55 (Virale Transduktion von Zelllinien)
56 (Transfektion und Reportergenanalyse)
78 (Trennungsgang in der anorganisch-analytischen Chemie Basiskurs)
33 (Sphäroidkultur), 34 (Angiogenese-Modelle), 40 (Primärkultur aus Tumorgewebe)
V
73 (GLP und QM Basiskurs), 74 (GMP Basiskurs), 76 (DIN ISO 9001), 79 (OECD Guidelines und REACH-Richtlinien), 84 (Validierung in der Molekular
und Zell-Biologie), 110 (ELISA Aufbaukurs)
15 (Zellkultur Basiskurs), 57 (Zellviabilitäts-, Proliferations- und Toxizitätstests), 59 (Zytotoxizitäts- und Mutagenitäts-Tests), 65 (Oxidativer Stress)
116 (Von der Zellkulturflasche zum Bioreaktor)
W
102 (Western Blot Labor-Kompaktkurs), 103 (Proteinreinigungs- und Analysemethoden)
127 (Zeitmanagement)
55 (Real Time Zellanalyse)
Z
15 (Zellkultur Basiskurs), 23 (Zellkultur Trouble Shooting), 26 (Qualitätsmanagement in der Zellkultur),
30 (Zellbanken und Kryokonservierung von Zellkulturen)
32 (3D-Zellkultur Basiskurs), 33 (Sphäroidkultur), 34 (Angiogenese-Modelle), 35 (Blut-Hirn-Schranke-Modelle), 36 (Hautmodelle)
15 (Zellkultur Basiskurs), 32 (3D-Zellkultur Basiskurs), 39 (Primärzellkultur Basiskurs)
61 (Zellkultur in Flusskammern)
97 (STR-Analyse)
26 (Qualitätsmanagement in der Zellkultur), 28 (Zellkultur unter GMP)
25 (Etablierung serumfreier Zellkulturen)
23 (Zellkultur Trouble Shooting)
28 (Zellkultur unter GMP)
116 (Von der Zellkulturflasche zum Bioreaktor), 117 (Computersimulation Bioreaktor und Prozesstechnik)
17 (Einrichtung eines Zellkulturlabors)
15 (Zellkultur Basiskurs), 40 (Primärkultur aus Tumorgewebe)
58 (Apoptose-Assay Labor-Kompaktkurs)
57 (Zellviabilitäts-, Proliferations- und Toxizitätstests)
57 (Zellviabilitäts-, Proliferations- und Toxizitätstests), 59 (Zytotoxizitäts- und Mutagenitäts-Tests)
Bildnachweis
Quelle
Seite
Bionas GmbH 55
Carl Zeiss AG 69, 70, 106, 107
CYTOO SA 66
Diagenode SA 98
Eppendorf AG 57, 77, 90, 93, 111
Greiner Bio-One GmbH 25, 28
ibidi GmbH 60, 61
Institut für Polymorphismus- und
Mutationsanalytik
96, 97
Miltenyi Biotec GmbH 62

Foto: Andrew Cowin
Karzer
Hinter dem Gebäude der Alten Universität, in der Augustinergasse 2, finden Sie den
alten Studentenkarzer. In das Gefängnis wurden von 1778 bis 1914 ungehörige Studenten
eingesperrt. Nächtliche Ruhestörung oder Diebstahl brachten Studenten bis
zu vier Wochen in eine dieser Zellen. In den Zellen stand nur ein eisernes Bettgestell,
eine Matratze, ein Tisch, ein Stuhl und ein Nachttopf. Witzige Sprüche und Karikaturen,
die die Wände des Karzers schmücken, laden zum Lesen und Schmunzeln ein.

142
Jahresübersicht
Jahresübersicht
Kurstitel PA-Nr. Von Bis Kurstitel PA-Nr. Von Bis
Januar
Molecular Biology
Basic Course
Februar
PA4521 24.01.2012 27.01.2012
Sterile Arbeitstechnik
Aufbauworkshop
PA1061 02.02.2012 03.02.2012
Einrichtung eines
Zellkulturlabors
PA1031 07.02.2012 –
Molekularbiologie
Basiskurs
PA4511 07.02.2012 10.02.2012
Zellkultur unter GMP PA1251 08.02.2012 10.02.2012
Real Time Zellanalyse PA3131 16.02.2012 17.02.2012
Molekularbiologie
Trouble Shooting
PA4531 16.02.2012 17.02.2012
ELISA Basic Course PA5121 20.02.2012 21.02.2012
Zellkultur Basiskurs PA1011 21.02.2012 24.02.2012
ELISA
Advanced Course
PA5141 22.02.2012 24.02.2012
Sterile Arbeitstechnik
Labor-Kompaktkurs
PA1041 27.02.2012 –
Zellkultur
Labor-Kompaktkurs
PA1071 28.02.2012 –
Angiogenese-Modelle PA1211 29.02.2012 02.03.2012
März
Excel Basiskurs PA6061 01.03.2012 02.03.2012
Mycoplasmen-Nachweis,
Prävention und PA1161 06.03.2012 –
Eliminierung
PCR- und Primer-Design PA4751 06.03.2012 07.03.2012
Zellkultur
Trouble Shooting
PA1111 07.03.2012 09.03.2012
Multiplex PCR
Labor-Kurs
PA4681 08.03.2012 09.03.2012
Zellbanken und
Kryokonservierung von PA1171 13.03.2012 –
Zellkulturen
Labormathematik
Basiskurs
PA6011 13.03.2012 –
Zellviabilitäts-, Proliferations-
und Toxizitätstests
PA3031 14.03.2012 15.03.2012
Qualitätsmanagement in
der Zellkultur
PA1141 14.03.2012 16.03.2012
Apoptose-Assay
Labor-Kompaktkurs
PA3041 16.03.2012 –
ELISA Basiskurs PA5111 19.03.2012 20.03.2012
DIN ISO 9001: Gelebtes
QM im Laborumfeld - PA4032 20.03.2012 21.03.2012
Saarbrücken
ELISA Aufbaukurs PA5131 21.03.2012 23.03.2012
Primärzellkultur
Basiskurs
PA2011 22.03.2012 23.03.2012
SDS-PAGE Basiskurs PA4731 27.03.2012 28.03.2012
Western Blot
Labor-Kompaktkurs
PA5011 29.03.2012 30.03.2012
April
PCR Basiskurs PA4651 17.04.2012 18.04.2012
Pipettiertechnik -
Good Pipetting Practice
PA4041 18.04.2012 –
Oxidativer Stress PA3111 19.04.2012 20.04.2012
Validierung in der Molekular-
und Zell-Biologie PA4711 19.04.2012 20.04.2012
Kompaktkurs
Proteinreinigungs- und
Analysemethoden
PA5031 26.04.2012 27.04.2012
Immunhistochemistry
Compact Course
PA5101 26.04.2012 27.04.2012
Mai
ELISA Basiskurs PA5112 07.05.2012 08.05.2012
Zellkultur Basiskurs PA1012 08.05.2012 11.05.2012
ELISA Aufbaukurs PA5132 09.05.2012 11.05.2012
Durchflusszytometrie PA3081 15.05.2012 16.05.2012
Real Time PCR
Labor-Kurs
PA4671 22.05.2012 24.05.2012
Zellkultur Trouble
Shooting
PA1112 23.05.2012 25.05.2012
PCR und
Real Time PCR
Trouble Shooting
PA4691 25.05.2012 –
Juni
Datenbankrecherche PA6041 04.06.2012 06.06.2012
Sphäroidkultur PA1201 05.06.2012 06.06.2012
Cell Culture
Basic Course
PA1021 12.06.2012 15.06.2012
GMP Basiskurs PA4021 14.06.2012 15.06.2012
Biostatistik Basiskurs PA6021 18.06.2012 19.06.2012
Licht- und Fluoreszenzmikroskopie
Basiskurs
PA3511 19.06.2012 20.06.2012
Fluoreszenzmikroskopie
lebender Zellen
PA3521 21.06.2012 –
Immunhistochemie
Färbemethoden
PA5091 21.06.2012 22.06.2012
Cell Normalization
Using Adhesive
PA3121 22.06.2012 –
Micropatterns
Zeitmanagement PA6511 25.06.2012 26.06.2012
Molekularbiologie
Basiskurs
PA4512 26.06.2012 29.06.2012
Projektmanagement PA6521 28.06.2012 29.06.2012
Juli
GLP und QM Basiskurs PA4011 02.07.2012 03.07.2012
Epigenetics
Lab Course
PA4721 02.07.2012 06.07.2012
RNA Interferenz PA4601 04.07.2012 06.07.2012
Statistische Auswertung
von Microarrays
PA6051 09.07.2012 10.07.2012

Jahresübersicht 143
Kurstitel PA-Nr. Von Bis Kurstitel PA-Nr. Von Bis
September
Etablierung serumfreier
Zellkulturen Basiskurs
PA1131 04.09.2012 –
Molekularbiologie
Basiskurs
PA4513 04.09.2012 07.09.2012
Qualitätsmanagement
in der Zellkultur
PA1142 05.09.2012 07.09.2012
ELISA Basiskurs PA5113 10.09.2012 11.09.2012
Zellkultur Basiskurs PA1013 11.09.2012 14.09.2012
ELISA Aufbaukurs PA5133 12.09.2012 14.09.2012
Mycoplasmen-Nachweis,
Prävention und PA1162 17.09.2012 –
Eliminierung
Klonierungsstrategien PA4581 17.09.2012 18.09.2012
STR-Analyse: Vaterschaftstests,
Pränatal-
Diagnostik und Nachweis
PA4741 18.09.2012 19.09.2012
von Kreuzkontami-
nation in der Zellkultur
Zytotoxizitäts- und
Mutagenitäts-Tests
PA3051 19.09.2012 21.09.2012
DNA Sequenzierung
Labor-Kurs
PA4641 20.09.2012 21.09.2012
GMP Basiskurs PA4022 24.09.2012 25.09.2012
Immunhistochemie
Färbemethoden
PA5092 24.09.2012 25.09.2012
Hautmodelle PA1231 26.09.2012 27.09.2012
PCR Basiskurs PA4652 26.09.2012 27.09.2012
GCP Basiskurs -
Regulatorische Rahmenbedingungen
der
PA4051 28.09.2012 –
klinischen Prüfung
OECD Guidelines und
REACH-Richtlinien für
Hautmodelle
PA1241 28.09.2012 –
Oktober
Cloning Strategies PA4591 01.10.2012 02.10.2012
Immunhistochemie
Färbemethoden
PA5093 01.10.2012 02.10.2012
Erfolgreich
kommunizieren
PA6541 04.10.2012 05.10.2012
Protein- und
Peptidanalytik mit PA5041 08.10.2012 –
MALDI-TOF MS
Datenpräsentation PA6531 08.10.2012 09.10.2012
Real Time PCR
Labor-Kurs
PA4672 09.10.2012 11.10.2012
Transfektion und
Reportergenanalyse
PA3011 10.10.2012 12.10.2012
PCR und Real Time PCR
Trouble Shooting
PA4692 12.10.2012 –
Signaltransduktion PA3091 16.10.2012 –
Pipettiertechnik -
Good Pipetting Practice
PA4042 16.10.2012 –
Zellkultur Trouble
Shooting
PA1113 17.10.2012 19.10.2012
Enzymatische Analysen
und Enzymkinetik
PA5051 17.10.2012 19.10.2012
Molekularbiologie
Trouble Shooting
PA4532 22.10.2012 23.10.2012
Western Blot
Labor-Kompaktkurs
PA5012 22.10.2012 23.10.2012
Lipid Rafts PA3101 29.10.2012 –
Real Time Zellanalyse PA3132 30.10.2012 31.10.2012
November
Von der Zellkulturflasche
zum Bioreaktor
PA5541 06.11.2012 07.11.2012
Zellviabilitäts-, Proliferations-
und Toxizitätstests
PA3032 07.11.2012 08.11.2012
Grundlagen der mikrobiellen
Fermentation
PA5531 08.11.2012 09.11.2012
Computersimulation
Bioreaktor und
PA5551 08.11.2012 09.11.2012
Prozesstechnik
Apoptose-Assay
Labor-Kompaktkurs
PA3042 09.11.2012 –
ELISA Basiskurs PA5114 12.11.2012 13.11.2012
Primärkultur aus
Tumorgewebe
PA2111 13.11.2012 14.11.2012
ELISA Aufbaukurs PA5134 14.11.2012 16.11.2012
Primärzellkultur
Basiskurs
PA2012 15.11.2012 16.11.2012
PCR in der medizinischen
Diagnostik und PA4701 20.11.2012 21.11.2012
Gen-Diagnostik
3D-Zellkultur Basiskurs PA1191 21.11.2012 23.11.2012
In situ Hybridisierung PA4611 22.11.2012 23.11.2012
Zellkultur unter GMP PA1252 26.11.2012 28.11.2012
Mikrobiologie Basiskurs
und Einführung in die PA5511 26.11.2012 28.11.2012
Qualitätskontrolle
Zellkultur Trouble
Shooting
PA1114 28.11.2012 30.11.2012
Mikrobiologische
Qualitätskontrolle
PA5521 29.11.2012 30.11.2012
Dezember
Sterile Arbeitstechnik
Labor-Kompaktkurs
PA1042 03.12.2012 –
Führungsqualifikation
und Mitarbeitermotivation
PA6551 03.12.2012 04.12.2012
Zellkultur
Labor-Kompaktkurs
PA1072 04.12.2012 –
Teamaufbau und
Teamentwicklung
PA6561 06.12.2012 07.12.2012
Statistik mit Excel PA6031 10.12.2012 11.12.2012
Zellkultur Basiskurs PA1014 11.12.2012 14.12.2012
PCR Basic Course PA4661 13.12.2012 14.12.2012

144
Informationen zur Anmeldung
Informationen zur Anmeldung
Anmeldung
Sie können sich auf unserer Homepage unter www.promocell-academy.com/anmeldung online anmelden.
Wenn Sie Fragen haben, können Sie uns telefonisch unter 06221 - 649 34 46 erreichen.
Fahrdienst
Unser Fahrdienst holt Sie an den Kurstagen gerne kostenlos vom Bahnhof oder Hotel ab. Bei selbstgebuchten Hotels, die sich
etwas abseits der üblichen Fahrroute befinden, kann es allerdings zu Verzögerung bei der Abholung kommen. Sollten Sie ein Hotel
buchen, das mit dem Fahrdienst nicht anfahrbar ist, können wir den Transfer zur Academy nicht für Sie übernehmen. Bitte geben
Sie frühzeitig ihre Anreisedaten an, damit wir Ihre Abholung organisieren können (mindestens zwei Arbeitstage vor Kursbeginn).
Hotels
Wir übernehmen gerne, natürlich kostenfrei, die Hotelbuchung für Sie.
Die folgenden Hotels, die wir für Sie ausgewählt haben, liegen günstig und zentral in der Heidelberger Altstadt.
Einen Lageplan aller Hotels finden Sie auf www.promocell-academy.com/hotels.
Unsere Vertragshotels:
Hotel Bayrischer Hof
Hotel Holländer Hof
Komplett renoviertes historisches Hotel in zentraler Lage
mit geräumigen Zimmern
Traditionell eingerichtetes Hotel mit modernem Komfort,
direkt an der Alten Brücke
75 €
87 - 96 €
Sollten die oben genannten Hotel ausgebucht sein, buchen wir alternativ folgende Hotels:
Hotel Anlage Familiär geführtes Hotel im Herzen Heidlebergs 69 - 84 €
Art Hotel
Puristisch und atmosphärisch designtes Hotel hinter denkmalgeschützter 95 - 175 €
Fassade
Hotel Backmulde Neu renovierte Zimmer in historischem Gebäude in ruhiger Altstadtlage 82 - 89 €
Hotel Best Western Leonardo Komfortables Hotel im Stadtzentrum, 15 Gehminuten zur Altstadt 110 - 125 €
Hotel Café Knösel Kleines, familiengeführtes Hotel in einem historischem Gebäude in der Altstadt 90 - 105 €
Hip-Hotel Individuell gestaltete Zimmer direkt im Fußgängerbereich der Altstadt 85 - 180 €
Hotel zum Pfalzgrafen Zentral im historischen Kern gelegenes und familiengeführtes Stadthotel 77 - 85 €
Hotel zum Seppl
Bekannt als historisches Studentenlokal, einfache Zimmer in einem
historischem Gebäude
70 - 100 €
Haben Sie noch Fragen oder Wünsche? Dann rufen Sie uns einfach an.
Sie erreichen uns unter der Telefonnummer 06221 - 649 34 46
Allgemeine Geschäftsbedingungen
Gestaltungsbereich
Diese allgemeinen Geschäftsbedingungen gelten für
die Durchführung von offenen Seminaren, Vor-Ort-
Seminaren und Beratungen in den Räumen der PromoCell
GmbH oder externen Veranstaltungsräumen.
Anmeldung
Bitte melden sich online an unter
info@promocell-academy.com.
Sie erhalten von uns eine schriftliche Bestätigung der
Anmeldung; mit dieser Bestätigung wird die Teilnahme
verbindlich.
Stornierungen
Stornierungen müssen schriftlich erfolgen. Bei Stornierungen,
die bis 14 Tage vor Kursbeginn eingehen, stellen
wir 50% der Teilnahmegebühr in Rechnung. Bei Stornierungen,
die später als 14 Tage vor Kursbeginn eingehen,
ist eine Erstattung der Teilnahmegebühr nicht möglich.
Bei Fernbleiben der Veranstaltung oder bei Abbruch ist
die Teilnahmegebühr ebenfalls zu entrichten, die Ernennung
eines Ersatzteilnehmers ist möglich. Muss seitens
der PromoCell GmbH ein Seminar abgesagt werden, so
erstatten wir die Teilnahmegebühren zurück. Weitere Ansprüche
sind ausgeschlossen.
Leistungen
In der Teilnahmegebühr inbegriffen ist die Verpflegung/
Getränke während des Kurses. Jeder Kursteilnehmer erhält
ein Skript als Arbeitsunterlage und am Kursende ein
Zertifikat. Die Unterbringung ist nicht im Preis enthalten.
PromoCell bietet die Möglichkeit einer separaten Hotelbuchung
an. Der Transfer während der Kurse zum empfohlenen
Hotel erfolgt kostenlos. An- und Abreise sind nicht
im Preis enthalten. Jeder Teilnehmer muss zu den Kursen
einen Laborkittel mitbringen, sonstige Schutzausrüstung
wird von Seiten der PromoCell GmbH gestellt.
Haftung
Muss eine Veranstaltung ausfallen, auch wenn die
PromoCell GmbH diesen Umstand zu vertreten hat,
werden lediglich bezahlte Teilnahmegebühren erstattet.
Weitergehende Ansprüche sind ausgeschlossen.
Für Schäden, welche die PromoCell GmbH zu vertreten
hat, haftet sie - gleich aus welchem Rechtsgrund - nur
insoweit, als ihr Vorsatz und/oder grobe Fahrlässigkeit
zur Last fällt. Die PromoCell GmbH haftet nicht für den
Verlust oder den Diebstahl mitgebrachter Gegenstände,
insbesondere Garderobe mit darin befindlichen Wertsachen.
Zahlungsmodalitäten
Die Teilnahmegebühr versteht sich zuzüglich Mehrwertsteuer.
Muss seitens der PromoCell GmbH ein Seminar
abgesagt werden, so erstatten wir die Teilnahmegebühren
zurück. Weitere Ansprüche sind ausgeschlossen.
Inhalt und Dozenten
Inhalt, Ablauf, Termin und Ort des Seminars sowie der
Einsatz der Dozenten können unter Wahrung des Gesamtcharakters
der Veranstaltung geändert werden.
Kann ein Teilnehmer infolge einer Terminverschiebung
die Veranstaltung nicht wahrnehmen, ist es möglich, die
Teilnahme auf einen neuen Termin desselben Kurses umzubuchen.
Änderungen und/oder Ergänzungen der vorstehenden
AGB bedürfen der Schriftform und sind nur nach Bestätigung
durch die PromoCell GmbH wirksam.
Erfüllungsort/Gerichtsstand
Gerichtsstand für alle Streitigkeiten ist Heidelberg.

Ihr Weg zu uns
Ankunft mit der Bahn
Heidelberg verfügt über eine sehr gute
Bahnanbindung mit ICE, IC und S-Bahn.
Vom Hauptbahnhof erreichen Sie uns
und Ihr Hotel bequem per Taxi, Bus oder
Straßenbahn.
Anreise mit dem Flugzeug
Vom Flughafen Frankfurt/Main verkehrt stündlich der “Lufthansa Airport Bus” nach
Heidelberg. Die Haltestelle befindet sich in Terminal 1, Ankunftsebene, Ausgang B4.
Die Fahrt dauert ca. 75 Min. Eine Reservierung ist erforderlich: Tel.: +49 (0) 180-5 83
84 26 (€ 0,12/Min.). Weitere Informationen unter: www.promocell-academy.com/
anreise/mit-dem-flugzeug
Koblenz
Frankfurt/Darmstadt
Ludwigshafen
Saarbrücken
A6
A61
A6
Mannheim
A5
37 AB-Kreuz
Heidelberg
B37
Zoo
Kliniken
Neckar
B37
A65
A61
A6
Heidelberg
A5
Hauptbahnhof
1.000m
Karlsruhe
A5
Speyerer Straße
Römerstrasse
Sickingenstrasse
A6
Karlsruher
Straße
Heilbronn
Leimen
B535
Karlsruhe
38 Ausfahrt
Heidelberg/
Schwetzingen
B3
Heidelberg
B3
Eine detaillierte Wegbeschreibung erhalten Sie mit Ihren Anmeldeunterlagen.
Unsere Adresse für die Eingabe in ein Navigationssystem lautet:
Sickingenstr. 39, 69126 Heidelberg
Wir sind für Sie da
Haben Sie Fragen zu unseren Kursen oder möchten Sie wissen,
ob wir noch freie Plätze für Ihren Wunschkurs zur Verfügung
haben? Dann kontaktieren Sie uns entweder per Telefon oder
schicken Sie uns eine E-mail.
Tel. Deutschland 06221 – 649 34 46
Tel. Schweiz/Österreich +49 6221 – 649 34 46
E-Mail: info@promocell-academy.com
Internet: www.promocell-academy.com
Gerne beantworten wir Ihre Fragen und freuen uns darauf, Sie
bei uns in Heidelberg begrüßen zu dürfen.

PromoCell GmbH
PromoCell Academy
Sickingenstr. 63/65
D-69126 Heidelberg
Tel. Deutschland 06221 – 649 34 46
Tel. Schweiz/Österreich +49 6221 – 649 34 46
Email: info@promocell-academy.com
www.promocell-academy.com