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Methoden - Kapitel 3.4. Aufreinigung (EZ1) Statt die etwa 4ml Lysat über die Waschpuffer zu reinigen, konnten alternativ Protokolle für den EZ1-Roboter (Qiagen) angewendet werden (Abb. 3.4), wofür das Volumen jedoch zunächst mittels Zentrifugation verkleinert werden musste. Die Zentrifugation wurde über Amicons (Fa. Merck) mit einer Trenngröße von 30kDa bei 3300rcf so lange durchgeführt, bis das gewünschte Volumen erreicht wurde. Zwei unterschiedliche EZ1- Protokolle kamen zum Einsatz: für das trace-Protokoll der forensic card musste das Volumen 200µl betragen, für das large volume-Protokoll der bone card 1500µl. Der EZ1 wurde entsprechend den Herstellerangaben mit dem jeweiligen Kit ausgestattet und das Protokoll nach Herstellerangaben durchgeführt. Das Elutionsvolumen Abbildung 3.4: EZ1 Advanced (Qiagen). betrug 50µl, die Extrakte wurden ebenfalls bis zur weiteren Verwendung bei 4°C bzw. bei längerer Lagerung bei -20°C gelagert. DNA-Extraktion aus Bodenproben Für die Extraktion von DNA aus Bodenproben wurden 0,2g Sediment abgewogen und mit einem Mörser fein zerstoßen. Nach Zugabe von 400µl G2-Puffer (Qiagen) und 30µl Proteinase K wurden nach Inkubation bei 56°C für 2h 200µl Überstand in den EZ1 überführt und nach dem trace-Protokoll extrahiert. Das Elutionsvolumen betrug 100µl, die Lagerung fand analog wie bereits erwähnt statt. DNA-Extraktion aus menschlichen Kontrollproben Für die Extraktion von rezenten, menschlichen Kontrollproben wurde ein Mundschleimhautabstrich mit Hilfe eines Wattestäbchens angefertigt. Die Watte wurde in ein 2ml Eppendorf-Cup überführt und mit 400µl G2-Puffer (Qiagen) versetzt. Anschließend wurden 10µl Proteinase K zugegeben und bei 56°C bei 350rpm auf dem Heizblock für eine Stunde inkubiert. 200µl Volumen wurden anschließend in den EZ1 überführt und nach dem trace-Protokoll extrahiert. Das Elutionsvolumen betrug 100µl, die Lagerung fand analog wie bereits erwähnt statt. DNA-Extraktion bakterieller Proben Von R. prowazekii wurden bereits DNA-Isolate aus der Gendatenbank geschickt (vgl. Kap. 2.). Für die restlichen Bakterienzelllysate wurde keine gesonderte Extraktion durchgeführt. Da die Bakterien kultiviert worden waren und die Zellen im jeweiligen Labor zunächst in Wasser suspendiert und anschließend mittels Ultraschall oder Hitze zerstört wurden (vgl. Kap. 2.), lag die DNA bereits in einem für eine PCR geeigneten Medium vor. 48

Methoden - Kapitel 3.4. 3.4.3. Primerdesign Neben der DNA-Extraktion ist ein hochsensitives Analysesystem entscheidend für eine erfolgreiche, PCR-gestützte Analyse. Neben den optimalen Verhältnissen der Chemikalien zueinander wird dies durch die Wahl der Primer erreicht. Die Primer müssen zum einen spezifisch für den zu untersuchenden Genort sein, gleichzeitig dürfen keine unspezifischen Nebenprodukte gebildet werden. Zum anderen müssen sie hochsensitiv sein, um selbst geringste Mengen an DNA analysieren zu können. Die Spezifität wird entscheidend durch die Länge der Primer beeinflusst. Für das menschliche Genom mit etwa 3,2 Milliarden Basen wird statistisch gesehen ab einer Länge von 18 Basen die Sequenz eines Primers einmalig. Dies gilt jedoch nur für eine rein zufällige Basenabfolge – Sequenzdopplungen im Genom oder Analogien zu anderen Spezies müssen immer überprüft werden. Gerade in den letzten Jahren hat sich die Überprüfung der Spezifität durch die Möglichkeiten des basic local alignment search tools (BLAST, http://blast.ncbi.nlm.nih.gov/Blast.cgi) entscheidend vereinfacht. Durch eine einfache Eingabemaske kann durch Zugriff auf die Sequenzbibliothek des National Centre for Biotechnological Information (NCBI, http://www.ncbi.nlm.nih.gov/) auf mögliche Nebenprodukte geprüft werden. Die Spezifität der Primer kann weiter entscheidend durch ein geeignetes Energieprofil beeinflusst werden (vgl. Abb. 3.5, Hummel 2003). Durch eine hohe Bindungsenergie am 5’-Ende der Primer und eine relativ niedrige Bindungsenergie am 3’-Ende wird eine Amplifikation nur dann stattfinden, wenn der Primer tatsächlich komplett auf die Bindungsstelle passt. Stattdessen könnte ein umgekehrtes Energieprofil dazu führen, dass auch unspezifische Nebenprodukte entstehen können: Ein fest gebundenes 3’- Ende ermöglicht dann eine Amplifikation, auch wenn das 5’-Ende nicht passt. Abbildung 3.5: Optimales Energieprofil eines hypothetischen Primers. Die Bindung am 5‘- Ende ist wesentlich höher als am 3‘-Ende. y- Achse = Bindungsenergie in kcal/mol. Die Sensitivität des Analysesystems wird durch die Vermeidung von primerinternen Strukturen, wie beispielsweise Dimere oder Hairpins, bedingt. In der Literatur wird deshalb häufig eine obere Grenze für Primer bei 30 Basen angegeben, um die Gefahr der Bildung primerinterener Strukturen zu reduzieren. Heutige Software kann diese Strukturen jedoch sehr effizient voraussagen, so dass auch Primer über 30 Basen Länge keinen Tabu mehr darstellen. Das Primerdesign wurde mit Hilfe der Software PrimerSelect des Softwarepakets Lasergene 10 (Fa. DNASTAR) durchgeführt. 49

Methoden - Kapitel 3.4.<br />

Aufreinigung (EZ1)<br />

Statt die etwa 4ml Lysat über die Waschpuffer zu reinigen,<br />

konnten alternativ Protokolle für den EZ1-Roboter<br />

(Qiagen) angewendet werden (Abb. 3.4), wofür das<br />

Volumen jedoch zunächst mittels Zentrifugation verkleinert<br />

werden musste. Die Zentrifugation wurde über<br />

Amicons (Fa. Merck) mit einer Trenngröße von 30kDa<br />

bei 3300rcf so lange durchgeführt, bis das gewünschte<br />

Volumen erreicht wurde. Zwei unterschiedliche EZ1-<br />

Protokolle kamen zum Einsatz: für das trace-Protokoll<br />

der forensic card musste das Volumen 200µl betragen,<br />

für das large volume-Protokoll der bone card 1500µl.<br />

Der EZ1 wurde entsprechend den Herstellerangaben mit<br />

dem jeweiligen Kit ausgestattet und das Protokoll nach<br />

Herstellerangaben durchgeführt. Das Elutionsvolumen<br />

Abbildung 3.4: EZ1 Advanced<br />

(Qiagen).<br />

betrug 50µl, die Extrakte wurden ebenfalls bis zur weiteren Verwendung bei 4°C<br />

bzw. bei längerer Lagerung bei -20°C gelagert.<br />

DNA-Extraktion aus Bodenproben<br />

Für die Extraktion von DNA aus Bodenproben wurden 0,2g Sediment abgewogen<br />

und mit einem Mörser fein zerstoßen. Nach Zugabe von 400µl G2-Puffer (Qiagen)<br />

und 30µl Proteinase K wurden nach Inkubation bei 56°C für 2h 200µl Überstand in<br />

den EZ1 überführt und nach dem trace-Protokoll extrahiert. Das Elutionsvolumen<br />

betrug 100µl, die Lagerung fand analog wie bereits erwähnt statt.<br />

DNA-Extraktion aus menschlichen Kontrollproben<br />

Für die Extraktion von rezenten, menschlichen Kontrollproben wurde ein Mundschleimhautabstrich<br />

mit Hilfe eines Wattestäbchens angefertigt. Die Watte wurde in<br />

ein 2ml Eppendorf-Cup überführt und mit 400µl G2-Puffer (Qiagen) versetzt. Anschließend<br />

wurden 10µl Proteinase K zugegeben und bei 56°C bei 350rpm auf dem<br />

Heizblock für eine Stunde inkubiert. 200µl Volumen wurden anschließend in den<br />

EZ1 überführt und nach dem trace-Protokoll extrahiert. Das Elutionsvolumen betrug<br />

100µl, die Lagerung fand analog wie bereits erwähnt statt.<br />

DNA-Extraktion bakterieller Proben<br />

Von R. prowazekii wurden bereits DNA-Isolate aus der Gendatenbank geschickt<br />

(vgl. Kap. 2.). Für die restlichen Bakterienzelllysate wurde keine gesonderte Extraktion<br />

durchgeführt. Da die Bakterien kultiviert worden waren und die Zellen im jeweiligen<br />

Labor zunächst in Wasser suspendiert und anschließend mittels Ultraschall<br />

oder Hitze zerstört wurden (vgl. Kap. 2.), lag die DNA bereits in einem für eine PCR<br />

geeigneten Medium vor.<br />

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