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Biomarker in torfbildenden Pflanzen und ihren<br />
Ablagerungen im nordwestdeutschen Küstenraum<br />
als Indikatoren nacheiszeitlicher Vegetationsän<strong>der</strong>ungen<br />
Von <strong>der</strong> Fakultät für Mathematik und Naturwissenschaft<br />
<strong>der</strong><br />
Carl von Ossietzky Universität Oldenburg<br />
zur Erlangung des Grades eines<br />
Doktors <strong>der</strong> Naturwissenschaften<br />
-Dr. rer. nat.-<br />
angenommene<br />
Dissertation<br />
von<br />
Ralf Wöstmann<br />
geboren am 20. März 1970 in Münster
Erstreferent:<br />
Zweitreferent:<br />
Prof. Dr. J. Rullkötter<br />
Prof. Dr. G. Liebezeit<br />
Tag <strong>der</strong> Disputation: 29.06.2007
Man kann auf jedem Felde <strong>der</strong> Wissenschaft nur ein<br />
kleinstes Teilstückchen bearbeiten, und dennoch<br />
hofft und glaubt man, von einer Teilfrage her<br />
ausweitend und umgreifend schließlich die ganze<br />
Kenntnis gewinnen zu können. Endlich mag man zu<br />
einem Wissensstand gelangen, <strong>der</strong> es gestattet,<br />
manche Fakten zu einem Bild zusammenzufügen.<br />
Aber waren die hierzu notwendigen Vereinfachungen<br />
erlaubt? Das Bild wird alsbald wie<strong>der</strong> trivial.<br />
Man sammelt von neuem, ergänzt, fügt zusammen<br />
und hofft auf ein vollständigeres Zusammenstimmen.<br />
Jene Polarität zwischen Synthese und<br />
Analyse, zwischen Experiment und Theorie,<br />
zwischen Handeln und Denken bewegt unsere<br />
experimentelle Wissenschaft.<br />
[F. Cramer, Der Zeitbaum]
DANKSAGUNG<br />
Der praktische Teil dieser Arbeit entstand in einem Zeitraum von vier Jahren in <strong>der</strong><br />
Arbeitsgruppe Organische Geochemie am Institut für Chemie und Biologie des Meeres<br />
(ICBM) <strong>der</strong> Carl von Ossietzky Universität Oldenburg. Die Vollendung dieser Arbeit erfolgte<br />
am Forschungszentrum Terramare, Wilhelmshaven, in den beiden darauf folgenden Jahren.<br />
Mein beson<strong>der</strong>er Dank gilt Herrn Prof. Dr. Jürgen Rullkötter für die interessante<br />
Themenstellung, den großen Freiraum, den er mir bei <strong>der</strong> Anfertigung dieser Arbeit gelassen<br />
hat und für seine Geduld, die ich sicherlich erschöpfend beansprucht habe.<br />
Ganz beson<strong>der</strong>s bedanke ich mich bei Herrn Prof. Dr. Gerd Liebezeit für seinen persönlichen<br />
Einsatz während <strong>der</strong> zahlreichen Probennahmen im Wattenmeer, ohne dessen Hilfe ich<br />
niemals an die spannenden Sedimentbohrkerne und zahlreichen Torfproben gelangt wäre. Für<br />
die Übernahme des Korreferats bedanke ich mich zusätzlich.<br />
Mein Dank gilt allen Mitarbeitern <strong>der</strong> Arbeitsgruppe Organische Geochemie für das herzliche<br />
und freundschaftliche Arbeitsklima. Stellvertretend möchte ich mich bei Frau Dr. Barbara<br />
Scholz-Böttcher für die Unterstützung bei den massenspektrometrischen Messungen und bei<br />
Herrn Dr. Jürgen Köster für die zahlreichen Diskussionen in entspannter Atmosphäre<br />
bedanken.<br />
Herrn Rudolf Starmer danke ich für seine Hilfe beim Aufspüren inzwischen selten<br />
gewordener torfbilden<strong>der</strong> Pflanzen und für seine Einführung in die komplexe Vegetation <strong>der</strong><br />
Moore. Mein Dank gilt auch den Mitarbeitern des Botanischen Gartens <strong>der</strong> Universität<br />
Oldenburg für die Bereitstellung weiterer Pflanzenproben für die geochemische Analyse.<br />
Dass Torfreste mehr sind als fossile Ablagerungen von Pflanzen, brachte mir Herr Wilfried<br />
Bartels näher, <strong>der</strong> mich mit viel Sachverstand in die Geheimnisse <strong>der</strong> botanischen<br />
Großrestanalyse einführte und diese auch mit anstecken<strong>der</strong> Begeisterung durchführte. Ich<br />
möchte ihm zusätzlich für die anregenden Diskussionen danken.<br />
Bei Herrn Axel Heinze vom Museum „Leben am Meer“ in Esens bedanke ich mich für seine<br />
tatkräftige Unterstützung bei den Probennahmen im Wattenmeer und den äußerst hilfreichen<br />
Diskussionen über die Verbreitung und Entwicklung von Küstentorfen. Einen herzlichen<br />
Dank richte ich auch an die Mitarbeiter des Forschungszentrums Terramare, Helmo Nicolai<br />
und Rudi Ellen, die maßgeblich zu dem Erfolg <strong>der</strong> Probennahmen im Wattenmeer beigetragen<br />
haben.<br />
Meinen Eltern danke ich dafür, dass sie nie an einem erfolgreichen Abschluss dieser Arbeit<br />
gezweifelt haben.<br />
Mein allergrößter Dank gebührt meiner Freundin Dany, die immer die richtigen Worte zur<br />
richtigen Zeit fand und ohne <strong>der</strong>en Liebe und Geduld diese Arbeit wohl nie geschrieben<br />
worden wäre.
KURZFASSUNG<br />
KURZFASSUNG<br />
Im Mittelpunkt dieser Arbeit steht die chemotaxonomische Verknüpfung charakteristischer<br />
organischer Biomarkerlipide torfbilden<strong>der</strong> Pflanzen mit den im Holozän gebildeten<br />
Torfablagerungen im nordwestdeutschen Küstenraum. Die in den Torfen durch<br />
Makrofossilanalyse identifizierten Pflanzenspezies sind in rezenter Form in <strong>der</strong>selben Weise<br />
auf das Vorkommen ausgewählter Biomarker untersucht worden wie verschiedene<br />
Sedimentkerne aus dem Spiekerooger Rückseitenwatt, die Torfe und klastisches Sediment als<br />
Reaktion verschiedener trans- und regressiver Meeresspiegelbewegungen enthalten.<br />
Durch die getrennte Analyse oberirdischer (Blätter, Stängel) und unterirdischer<br />
(Wurzeln, Rhizome) Pflanzenteile sind wichtige Informationen über die Verteilung <strong>der</strong><br />
einzelnen Biomarkerlipide innerhalb <strong>der</strong> Pflanzen gewonnen worden. Während sich die<br />
n-Alkane als Produkte des pflanzlichen Primärstoffwechsels in den Cutikularwachsen <strong>der</strong><br />
Blätter stark anreichern, ist das Vorkommen und die Verteilung <strong>der</strong> pentacyclischen<br />
Triterpenoide <strong>der</strong> jeweiligen Funktion dieser pflanzlichen Sekundärstoffe in <strong>der</strong> Pflanze<br />
angepasst und unterliegt sowohl in ihrer Verteilung als auch in <strong>der</strong> Konzentration wesentlich<br />
stärkeren Schwankungen. Bedingt durch das unterschiedliche Erhaltungspotential einzelner<br />
Pflanzenteile bei <strong>der</strong> Torfbildung in Hoch- und Nie<strong>der</strong>mooren sind diese Kenntnisse von<br />
großer Bedeutung. Beson<strong>der</strong>s in den Nie<strong>der</strong>moortorfen bleiben fast ausschließlich<br />
unterirdische Pflanzenteile erhalten. Am Beispiel <strong>der</strong> n-Alkanverteilung in den verschiedenen<br />
Pflanzenteilen des Schilfrohrs (Phragmites australis) wird die gute Übereinstimmung<br />
zwischen rezenten Schilfrhizomen und abgelagerten Schilftorfen sichtbar.<br />
Die in dieser Arbeit diskutierten Ergebnisse zeigen, dass für eine erfolgreiche<br />
chemotaxonomische Korrelation von pflanzlichem Ursprungsorganismus und von ihnen<br />
gebildeter Torfablagerung die jeweiligen pflanzenspezifischen Vegetationsperioden zu<br />
berücksichtigen sind, da diese einen erheblichen Einfuß auf die Lipidbiosynthese <strong>der</strong> Pflanzen<br />
haben. Nur das bereits abgestorbene Pflanzenmaterial am Ende <strong>der</strong> Vegetationsperiode enthält<br />
die Lipide in <strong>der</strong> Zusammensetzung, die auch später in <strong>der</strong> Torfablagerung erhalten bleibt.<br />
Die Einführung eines neuen n-Alkan-Vegetations-Indikators (AVI), <strong>der</strong> das Verhältnis<br />
<strong>der</strong> in den Nie<strong>der</strong>moorpflanzen angereicherten ungeradzahligen n-Alkane (n-C 27 H 56 +<br />
n-C 29 H 60 ) zu den in Hochmoorpflanzen angereicherten ungeradzahligen n-Alkanen (n-C 31 H 64<br />
+ n-C 33 H 68 ) berücksichtigt, erlaubt eine sichere Zuordnung <strong>der</strong> für die Entstehung <strong>der</strong><br />
Küstentorfe relevanten Ursprungsvegetation.
KURZFASSUNG<br />
Weitere, bereits von Köller (2002) eingeführte Parameter wie z.B. <strong>der</strong> Schilftorfindikator<br />
(Phragmites-Peat-Indikator, PPI) und die in dieser Arbeit modifizierten<br />
Triterpenoidparameter BPI (Bog-Peat-Indikator) und WPI (Wood-Peat-Indikator) erlauben<br />
anhand eines prozentualen Verhältniswerts eine vereinfachte chemotaxonomische<br />
Charakterisierung von Torfen und torfhaltigen Wattsedimenten.<br />
Möglich wird die geochemische Differenzierung torfbilden<strong>der</strong> Pflanzen durch die<br />
Anpassungsmechanismen <strong>der</strong> Lipidbiosynthese an die extremen Umweltbedingungen <strong>der</strong><br />
Moore. Dabei wirken in den nährstoffarmen Hochmooren die Ausbildung sog. Hungerformen<br />
(Peinomorphose) durch Verholzung <strong>der</strong> Sprossachsen (vermehrte Biosynthese pentacyclischer<br />
Triterpenoide) und <strong>der</strong> spezielle Aufbau von Blattoberflächen (längerkettige n-Alkane in den<br />
Blattwachsen) <strong>der</strong> Pflanzen in die gleiche Richtung und ermöglichen eine<br />
chemotaxonomische Zuordnung charakteristischer Vegetationsgemeinschaften. Mit den nun<br />
vorliegenden Daten über das Vorkommen bestimmter Triterpenoide in torfbildenden Pflanzen<br />
sind die abgeleiteten Parameter auf ihre Gültigkeit hin überprüft und durch Einbeziehung<br />
weiterer charakteristischer Verbindungen präzisiert worden.<br />
Angewandt auf Sedimentbohrkerne mit eingeschalteten Torflagen aus dem<br />
Spiekerooger Rückseitenwatt können auf <strong>der</strong> Basis <strong>der</strong> charakteristischen Verteilung <strong>der</strong><br />
n-Alkane und pentacyclischen Triterpenoide Sedimentschichten in ihrer Faziesentwicklung<br />
eindeutig charakterisiert und in das holozäne Ablagerungsgeschehen zeitlich eingeordnet<br />
werden. Da die pflanzliche Zusammensetzung <strong>der</strong> ursprünglichen Moore äußerst sensibel auf<br />
sich verän<strong>der</strong>nde Umweltbedingungen reagiert, sind Torfablagerungen aufgrund ihrer Genese<br />
die besten Indikatoren für Meeresspiegelschwankungen im Wattenmeer. Die Ergebnisse <strong>der</strong><br />
organisch-geochemischen Analyse von Küstentorfen können dadurch als Indikatoren<br />
nacheiszeitlicher Vegetationsän<strong>der</strong>ungen genutzt werden.<br />
Der fortschreitende Meeresspiegelanstieg ist verantwortlich für die immer weiter<br />
fortschreitende Erosion von Rinnensystemen. Es werden immer tiefer liegende Torfschichten<br />
freigelegt, wobei vor allem die oberflächennahen Torfschichten vor Bensersiel umgelagert,<br />
erodiert und mit <strong>der</strong> allgemeinen Tidenströmung nach Osten in das Spiekerooger<br />
Rückseitenwatt transportiert werden. Der hohe Anteil an Kohlenstoffverbindungen aus<br />
erodierten Torfen beeinflusst als mikrobiell verfügbares Substrat die biogeochemischen<br />
Prozesse und Stoffkreisläufe in den Wattsedimenten nachhaltig.
ABSTRACT<br />
ABSTRACT<br />
Intertidal areas represent an important region of organic matter transport, recycling,<br />
degradation and accumulation. Induced by the Holocene sea level rise a number of different<br />
peat layers developed in the subsurface of today´s Wadden Sea sediments of NW Germany.<br />
Furthermore, lipid analysis of Wadden Sea sediments showed a significant component of<br />
terrestrial organic matter <strong>der</strong>ived from erosion of peat layers in this highly dynamic area.<br />
In or<strong>der</strong> to characterise these peats and their remnants in tidal flat sediments in a<br />
paleochemotaxonomical way recent plant material as well as different raised bog peats,<br />
transition bog peats and fen peats were selected for biomarker investigation. The plants were<br />
chosen according to microscopic paleobotanical analysis, which revealed them as being main<br />
constituents in the peat sections of different sediment cores drilled in this area. Recent plant<br />
material was then linked paleochemotaxonomically to deposited peats and Wadden Sea<br />
sediments by means of selected biomarkers: n-alkanes and neutral pentacyclic triterpenoids.<br />
Altogether 26 plants of mo<strong>der</strong>n peat-forming vegetation were selected for geochemical<br />
analysis. The distribution patterns and abundances of lipids in the plant leaves, stems and<br />
roots/rhizomes were determined separately in or<strong>der</strong> to obtain additional information about<br />
their biosynthesis and function in the different parts of the plants. Due to the different<br />
preservation potential of the lipid types during peat formation this knowledge is of great<br />
importance. Especially in fen peats almost exclusively subsoil plant parts like roots and<br />
rhizomes are preserved. By the example of the n-alkane distribution patterns of different plant<br />
parts of Phragmites australis (reed), a good agreement between recent reed rhizomes and<br />
deposited reed peats becomes obvious.<br />
The results discussed in this work show that for a successful chemotaxonomic<br />
correlation of specific plant origin and peat plant specific vegetation periods are to be<br />
consi<strong>der</strong>ed, because they have an influence on biosynthesis of plants lipids. Only the decayed<br />
plant material at the end of the vegetation period contains the lipids in the composition that is<br />
preserved later in the peat deposit.<br />
The introduction of a new n-Alkane Vegetation Indicator (AVI), based on the ratio of<br />
the C 27 H 56 + C 29 H 60 n-alkanes enriched in the fen-peat forming plants to the n-alkanes<br />
occurring in bog-peat forming plants (C 31 H 64 + C 33 H 68 ), reveals an indication of the type of<br />
vegetation relevant for the peat forming process.<br />
Further parameters already introduced by Köller (2002), e.g. the reed peat indicator<br />
(Phragmites Peat Indicator, PPI) and the triterpenoid parameters BPI (Bog Peat Indicator)
ABSTRACT<br />
and WPI (Wood Peat Indicator) modified in this work, permit a simplified chemotaxonomic<br />
characterization of peats and sediments containing fragments of eroded peat based on a<br />
percent value.<br />
Whereas n-alkanes strongly accumulate as products of the plant primary metabolism<br />
in the cuticular waxes of the leaves, the occurrence and the distribution patterns of pentacyclic<br />
triterpenoids are the result of their respective functions in the plant secondary plant<br />
metabolism and also subject to substantially stronger variations in distribution and<br />
concentration within the plants. Whereas all analysed fen-peat-forming plants were barren of<br />
triterpenoids, all bog-forming plants contained high amounts of pentacyclic triterpenoids.<br />
Possibly, the chemical differentiation of peat forming plants arises from adaptation of lipid<br />
biosynthesis to the extreme environmental conditions of a raised bog.<br />
By the development of a deficiency symptom through low nutrient supply and water<br />
stress, the lignification of stems and the special construction of leaf surfaces of the plants<br />
(long-chain n-alkanes exceeding n-C 29 H 60 ) both have effects and allow a chemotaxonomic<br />
differentiation of characteristic vegetation communities. With the presently available data on<br />
the occurrence of certain triterpenoids in peat-forming plants, the geochemical parameters<br />
were reevaluated regarding their validity and were refined by adding more characteristic<br />
compounds into the parameters.<br />
The distribution of characteristic biomarkers shows that the molecular composition of<br />
peat-forming plants corresponds to that of the lipid extracts from Wadden Sea sediments.<br />
These data attest to the importance of recycled ancient organic material in the carbon cycle of<br />
this coastal environment. Because the vegetation communities of the original mires reacts<br />
extremely sensitive to changing environmental conditions, peat deposits are the best<br />
indicators for sea level variations in the Wadden Sea. The results of the organic geochemical<br />
analysis of coastal peats can thus be used as indicators of temporal Holocene vegetation<br />
variations.<br />
The continuing rise of the sea level is responsible for further erosion of tidal channel<br />
systems. More and more deep-seated peat layer are being eroded, and the eroded material is<br />
transported with the tidal current eastward into the back barrier tidal flat of Spiekeroog island.<br />
The high amounts of organic matter <strong>der</strong>ived from eroded peats have a profound effect on the<br />
microbial and biogeochemical processes in the Wadden Sea sediments.
INHALT<br />
INHALT<br />
1. EINLEITUNG UND ZIELSETZUNG 1<br />
1.1 EINLEITUNG 1<br />
1.2 PROBLEMSTELLUNG UND ZIELSETZUNG 3<br />
2. GRUNDLAGEN 5<br />
2.1 WESEN UND GRUNDLAGEN VON PFLANZENGESELLSCHAFTEN 5<br />
2.2 DIE VEGETATION DER MOORE 7<br />
2.2.1 VEGETATIONSGEMEINSCHAFTEN IM NIEDERMOOR 7<br />
2.2.2 VEGETATIONSGEMEINSCHAFTEN IM ÜBERGANGSMOOR 8<br />
2.2.3 VEGETATIONSGEMEINSCHAFTEN DER HOCHMOORE 10<br />
2.3 BILDUNG VON BIOMARKERLIPIDEN IM PFLANZLICHEN STOFFWECHSEL 14<br />
2.4 VORKOMMEN DER LIPIDE IN HÖHEREN LANDPFLANZEN 15<br />
2.4.1 BLATTWACHSE UND IHRE ZUSAMMENSETZUNG 15<br />
2.4.2 DIE ZELLWANDBESTANDTEILE CUTIN, SUBERIN UND SPOROPOLLENIN 16<br />
2.4.3 LIPIDE ALS SPEICHERSTOFF 17<br />
2.5 ABBAU PFLANZLICHER BIOMASSE 17<br />
2.5.1 TORFBILDUNG 17<br />
2.5.2 ERHALTUNGSPOTENTIAL PFLANZLICHEN GEWEBES BEI DER TORFBILDUNG 19<br />
2.5.3 MIKROBIELLER ABBAU VON TORF 20<br />
2.6 (PALÄO-)CHEMOTAXONOMIE UND BIOMARKER 23<br />
2.6.1 CHEMOTAXONOMISCHES POTENTIAL DER n-ALKANE 24<br />
2.6.2 n-ALKAN-2-ONE (METHYLKETONE) 30<br />
2.6.3 n-FETTSÄUREN 30<br />
2.6.4 ω-HYDROXYCARBONSÄUREN 30<br />
2.6.5 PRIMÄRE n-ALKOHOLE 30<br />
2.6.6 SEKUNDÄRE n-ALKOHOLE 31<br />
2.6.7 STEROIDE 31<br />
2.6.8 PENTACYCLISCHE TRITERPENOIDE 32<br />
2.7 DIAGENESE VON BIOMARKERN 34<br />
2.8 STABILE KOHLENSTOFFISOTOPE 35<br />
2.9 ENTWICKLUNG DES NORDDEUTSCHEN KÜSTENRAUMS 35<br />
2.10 KÜSTENSPEZIFISCHE ENTWICKLUNGEN VON TORFEN 38
INHALT<br />
2.11 HOLOZÄNE SEDIMENTABLAGERUNGEN IM RÜCKSEITENWATT DER<br />
INSEL SPIEKEROOG 39<br />
2.12 STAND DER BISHERIGEN FORSCHUNG 41<br />
3. PROBENMATERIAL 43<br />
3.1 TORFBILDENDE VEGETATION 43<br />
3.2 HOLOZÄNE TORFE UND SEDIMENTABLAGERUNGEN IM SPIEKEROOGER<br />
RÜCKSEITENWATT 48<br />
3.3 BOTANISCHE GROSSRESTANALYSE 53<br />
3.4 MASSENSPEKTROMETRISCHE ALTERSBESTIMMUNG AUSGEWÄHLTER<br />
SEDIMENTPROBEN 56<br />
4. METHODEN 57<br />
4.1 PROBENAUFARBEITUNG 57<br />
4.1.1 PROBENVORBEREITUNG UND –LAGERUNG 58<br />
4.1.2 BESTIMMUNG DER ELEMENTPARAMETER 58<br />
4.1.3 EXTRAKTION DES LÖSLICHEN ORGANISCHEN MATERIALS 59<br />
4.1.4 INTERNE STANDARDISIERUNG DER GESAMTEXTRAKTE 60<br />
4.1.5 ABTRENNUNG DER IN N-HEXAN UNLÖSLICHEN KOMPONENTEN 61<br />
4.1.6 SÄULENCHROMATOGRAPHISCHE TRENNUNG DES LÖSLICHEN BITUMENS 61<br />
4.1.7 SÄULENCHROMATOGRAPHISCHE TRENNUNG DER<br />
HETEROKOMPONENTENFRAKTION 63<br />
4.2 GASCHROMATOGRAPHISCHE UND GASCHROMATOGRAPHISCH/MASSEN-<br />
SPEKTROMETRISCHE ANALYTIK 63<br />
4.2.1 DERIVATSIERUNG DES PROBENMATERIALS 63<br />
4.2.2 GASCHROMATOGRAPHISCHE ANALYTIK 64<br />
4.2.3 GASCHROMATOGRAPHISCH/MASSENSPEKTROMETRISCHE ANALYTIK 64<br />
4.2.4 IDENTIFIZIERUNG VON VERBINDUNGEN 65<br />
4.2.5 QUANTITATIVE UND SEMIQUANTITATIVE AUSWERTUNG DER<br />
IDENTIFIZIERTEN VERBINDUNGEN 67<br />
4.3 ISOTOPENMASSENSPEKTROMETRISCHE ANALYTIK 68<br />
4.3.1 ELEMENTARANALYSATOR/ ISOTOPENMASSENSPEKTROMETER – KOPPLUNG 69<br />
4.3.2 GASCHROMATOGRAPHISCH/ISOTOPENMASSENSPEKTROMETRISCHE<br />
ANALYTIK 69<br />
4.4 RADIOMETRISCHE ALTERSBESTIMMUNG (RADIOCARBONMETHODE) 70
INHALT<br />
4.5 PALÄOBOTANISCHE METHODEN 71<br />
5. GEOCHEMISCHE UNTERSUCHUNGEN AN TORFBILDENDEN<br />
PFLANZEN 72<br />
5.1 ELEMENTARANALYSE UND PAUSCHALE KOHLENSTOFFISOTOPEN-<br />
SIGNATUR 72<br />
5.2 MOLEKULARE KOHLENSTOFFISOTOPENSIGNATUR DER BLATTWACHSE 75<br />
5.3 n-ALKANE ALS BIOMARKER TORFBILDENDER PFLANZEN 77<br />
5.3.1 SALZWASSER UND MEERESSTRANDVEGETATION 77<br />
5.3.2 EUTRAPHENTE RÖHRICHTE UND GROSSSEGGENRIEDE 78<br />
5.3.3 AUSTROCKNENDE NIEDERMOORE UND DER ÜBERGANG ZUM BRUCHWALD<br />
(ÜBERGANGSMOOR) 85<br />
5.3.4 n-ALKANVERTEILUNG DER BRUCHWALDVEGETATION 87<br />
5.3.5 KRAUTIGE PFLANZEN 89<br />
5.3.6 n-ALKANVERTEILUNG IN HOCHMOORPFLANZEN 89<br />
5.3.7 ZUSAMMENFASSENDER VERGLEICH DER n-ALKANVERTEILUNGSMUSTER<br />
IN TORFBILDENDEN PFLANZEN 97<br />
5.4 PENTACYCLISCHE TRITERPENOIDKETONE UND –ALKOHOLE IN<br />
TORFBILDENDEN PFLANZEN 102<br />
5.4.1 SALZWASSER UND MEERESSTRANDVEGETATION 103<br />
5.4.2 EUTRAPHENTE RÖHRICHTE UND GROßSEGGENRIEDE 104<br />
5.4.3 AUSTROCKNENDE NIEDERMOORE UND DER ÜBERGANG ZUM BRUCHWALD<br />
(ÜBERGANGSMOOR) 105<br />
5.4.4 KRAUTIGE PFLANZEN 106<br />
5.4.5 PENTACYCLISCHE TRITERPENOIDE IN DER BRUCHWALDVEGETATION 107<br />
5.4.6 PENTACYCLISCHE TRITERPENOIDE IN DER HOCHMOORVEGETATION 110<br />
5.4.7 EVALUATION DER TRITERPENOIDPARAMETER BPI (BOG-PEAT-INDIKATOR)<br />
UND WPI (WOOD-PEAT-INDIKATOR) 119<br />
5.4.8 ZUSAMMENFASSENDER VERGLEICH UND SCHLUSSFOLGERUNGEN FÜR DAS<br />
CHEMOTAXONOMISCHE POTENTIAL DER IN DEN PFLANZEN<br />
NACHGEWIESENEN PENTACYCLISCHEN TRITERPENOIDE 122<br />
5.5 TORFAKKUMULATION UND ZERSETZUNG: BEDEUTUNG DER<br />
TORFEIGENSCHAFTEN 126
INHALT<br />
6. GEOCHEMISCHE UNTERSUCHUNGEN AN TORF- UND SEDIMENT-<br />
ABLAGERUNGEN IM SPIEKEROOGER RÜCKSEITENWATT 128<br />
6.1 CHEMOTAXONOMISCHE CHARAKTERISIERUNG HOLOZÄNER SEDIMENT-<br />
ABLAGERUNGEN UND KORRELATION MIT DEN BEFUNDEN DER<br />
MAKROFOSSILANALYSE 128<br />
6.1.1 BOHRUNG OSTBENSE 1 (OB1 0-71 cm) 129<br />
6.1.2 BOHRUNG OSTBENSE 2 (OB2 0-71 cm) 131<br />
6.1.3 BOHRUNG OSTBENSE 3 (OB3 0-71 cm) 135<br />
6.1.4 WEITERES REFERENZ-PROBENMATERIAL 140<br />
6.2 CHEMOTAXONOMISCHE CHARAKTERISIERUNG WEITERER<br />
SEDIMENTABLAGERUNGEN IM UNTERSUCHUNGSGEBIET 148<br />
6.2.1 BOHRUNG BENSERSIEL (BNS1 0-150 cm) 148<br />
6.2.2 BOHRUNG NEUHARLINGERSIEL (NHS1 0-60cm) 154<br />
6.2.3 LIPIDZUSAMMENSETZUNG IN DEN SEDIMENTEN ÖSTLICH VON<br />
NEUHARINGERSIEL 157<br />
6.3 ZUSAMMENFASSENDE STRATIGRAPHISCHE (FAZIELLE)<br />
CHARAKTERISIERUNG HOLOZÄNER SEDIMENTABLAGERUNGEN IM<br />
SPIEKEROOGER RÜCKSEITENWATT 159<br />
7. ZUSAMMENFASSUNG DER ERGEBNISSE 168<br />
8. LITERATUR 173<br />
9. APPENDIX I<br />
9.1 DATENSAMMLUNG I<br />
9.2 MASSENSPEKTRENSAMMLUNG XIV<br />
9.2.1 MASSENSPEKTREN AUSGEWÄHLTER UNBEKANNTER TRITERPENOIDE XIV<br />
9.3 ERGEBNISSE DER BOTANISCHEN GROßRESTANALYSEN XIX<br />
9.4 MOORTYPEN, MOORVEGETATION UND TORFARTEN DES HOLOZÄNS XXII<br />
9.5 GLOSSAR XXIV
ABBILDUNGSVERZEICHNIS<br />
ABBILDUNGSVERZEICHNIS<br />
Abb. 2.2.1: Typisches Aufwachsen eines atlantischen Hochmoores………………………..............9<br />
Abb. 2.5.1: Bildung von Huminstoffen im Boden ………………………...………….….............…18<br />
Abb. 2.6.1: n-Alkanverteilungsmuster des Herbstlaubs bzw. des Frühlingslaubs <strong>der</strong><br />
Moorbirke……………………………….……………………………………………..…25<br />
Abb. 2.6.2: n-Alkandreiecksdiagramm zur Differenzierung verschiedener Torfarten …….…...28<br />
Abb. 2.6.3: n-Alkanverteilungsmuster in Schilfrhizomen und Schilftorfen..……...….….....……28<br />
Abb. 2.6.4: Struktur des am weitesten verbreiteten Phytosterols…………………….….…....…..32<br />
Abb. 2.6.5: Vier Vertreter <strong>der</strong> am häufigsten vorkommenden Gruppen <strong>der</strong> pentacyclischen<br />
Triterpenoide. ……………………………………………………………………....…...33<br />
Abb. 2.6.6: Struktur von Bakteriohopantetrol…………….……………………….……….......….33<br />
Abb. 2.9.1: Kurve des nacheiszeitlichen Meeresspiegelanstiegs für die südliche Nordsee ……...36<br />
Abb. 2.9.2: Schematische Zusammenhänge zwischen Meeresspiegelbewegungen und dabei<br />
entstehenden Schichtenfolgen……………………………………………...……….…..37<br />
Abb. 2.10.1: Schematischer geologischer Schnitt von <strong>der</strong> Nordsee bis zum Geestrand mit<br />
den wichtigsten Sedimenteinheiten………………………………….……………..…...38<br />
Abb. 2.11.1: Karte des Rückseitenwatts <strong>der</strong> Insel Spiekeroog……………………………...……..40<br />
Abb. 3.1: Geographische Karte <strong>der</strong> Probennahme-Gebiete Loyer und Ipweger Moor………….44<br />
Abb. 3.2: Lage des Untersuchungsgebiets…………...….………………….…………………...…..48<br />
Abb. 3.3: Karte des Spiekerooger Rückseitenwatts mit den Bohrlokationen Neuharlingersiel<br />
(NHS1), Neuharlingersieler Nacken (NHS-N) und Gröninger Plate (GP1)………...…49<br />
Abb. 3.4: Luftbildaufnahme des Langeooger und Spiekerooger Rückseitenwatts mit den<br />
Bohrlokationen Bensersiel (BNS1) und Ostbense (OB 1-3). ………………………....…50<br />
Abb. 4.1.1: Vereinfachte Übersicht <strong>der</strong> Probenaufarbeitung…………………………………..….57<br />
Abb. 5.3.1: n-Alkanverteilungsmuster <strong>der</strong> Pflanzen <strong>der</strong> Seegraswiesen im Vergleich zum<br />
terrestrischem Schlickgras ……………………………………..………….…...........…78<br />
Abb. 5.3.2: Verteilungsmuster <strong>der</strong> n-Alkane in den Blättern des Schilfrohrs …………………...79<br />
Abb. 5.3.3: n-Alkanverteilungsmuster in den analysierten Schilfrhizomen und Schilftorfen.….81<br />
Abb. 5.3.4: n-Alkanverteilungsmuster in Nie<strong>der</strong>moorpflanzen (Verlandungsvegetation)…........84<br />
Abb. 5.3.5: n-Alkanverteilungsmuster in Nie<strong>der</strong>- und Übergangsmoorpflanzen………….……..85<br />
Abb. 5.3.6: n-Alkanverteilungsmuster in regionstypischer Bruchwaldvegetation…………...…..87<br />
Abb. 5.3.7: Verteilungsmuster <strong>der</strong> n-Alkane in Ufer-Wolfstrapp und Wasserminze……………89<br />
Abb. 5.3.8: n-Alkanverteilungsmuster im Laubmoos ………………………………………….…90<br />
Abb. 5.3.9: n-Alkanverteilungsmuster in Besenheide und Glockenheide………………………..92<br />
Abb. 5.3.10: n-Alkanverteilungsmuster in Scheidigen Wollgras und Rosmarinheide………. …93
ABBILDUNGSVERZEICHNIS<br />
Abb. 5.3.11: n-Alkanverteilungsmuster <strong>der</strong> Gewöhnlichen Moosbeere……………………… ….93<br />
Abb. 5.3.12: n-Alkanverteilungsmuster in Schlenkentorfmoosen und Bulttorfmoosen…………95<br />
Abb. 5.3.13: n-Alkanverteilungsmuster in Sphagnum-Torfen in Abhängigkeit vom Grad <strong>der</strong><br />
Humifizierung …………………………………………………..……….……………. 97<br />
Abb. 5.4.1: Triterpenoidverteilungsmuster in <strong>der</strong> Sumpfscheide und in den krautigen Pflanzen<br />
Wasserminze und Wolfstrapp……………………………………………….………..106<br />
Abb. 5.4.2: Verteilungsmuster <strong>der</strong> Triterpenoide in <strong>der</strong> Moorbrike…………………………....108<br />
Abb.5.4.3: Verteilungsmuster <strong>der</strong> Triterpenoide in <strong>der</strong> Schwarzerle….………………………..109<br />
Abb. 5.4.4: Verteilung <strong>der</strong> Triterpenoide im Sternstreifenmoos……………………………...…110<br />
Abb. 5.4.5: Vorkommen pentacyclischer Triterpenoide in <strong>der</strong> Besenheide……………………..111<br />
Abb. 5.4.6: Triterpenoidverteilung in <strong>der</strong> Glockenheide…………..……..………………………112<br />
Abb. 5.4.7: Triterpenoidverteilung in <strong>der</strong> gewöhnlichen Moosbeere……..……………………..114<br />
Abb. 5.4.8: Triterpenoide in den Blättern <strong>der</strong> Moosbeere ……………………………………….114<br />
Abb. 5.4.9: Triterpenoidverteilung im Wollgras ………………………….………..……….……115<br />
Abb. 5.4.10: Verteilung <strong>der</strong> Triterpenoide in <strong>der</strong> Rosmarienheide ……………………….…….116<br />
Abb. 5.4.11: Verteilung <strong>der</strong> Triterpenoide in den Torfmoosen Sphagnum palustre und<br />
Sphagnum magellanicum……………………………………………………….........118<br />
Abb.5.4.13: Triterpenoidverteilung in a) Blättern und b) Wurzeln bzw. Rinde torfbilden<strong>der</strong><br />
Pflanzen ……………………………………………………..…………………...…...122<br />
Abb. 6.1: (a) Torferosion und Transport in den Entwässerungsprielen des Spiekerooger<br />
Rückseitenwatts, (b) Besiedelung und weitere Zerkleinerung <strong>der</strong> Küstentorfe<br />
durch Bohrmuscheln und (c) Einlagerung erodierter Torfe in die<br />
Wattsedimente…………………………………………………………………......…128<br />
Abb. 6.1.1: Verteilungsmuster <strong>der</strong> n-Alkane und Triterpenoide im Sedimentkern Ostbense 1<br />
(OB1 0-71 cm) und daraus abgeleitete Parameter…….………………………....…..129<br />
Abb. 6.1.2: Verteilungsmuster <strong>der</strong> n-Alkane und Triterpenoide im Sedimentkern Ostbense 2<br />
(OB2 0-72 cm) und daraus abgeleitete Parameter.……………………………....…..132<br />
Abb. 6.1.3: Verteilungsmuster <strong>der</strong> n-Alkane und Triterpenoide im Sedimentkern Ostbense 3<br />
(OB3 0-71 cm) und daraus abgeleitete Parameter…….………………………....…..136<br />
Abb. 6.1.4: Vergleich <strong>der</strong> n-Alkanverteilung in rezenten Pflanzen und einem Seggentorf…….140<br />
Abb. 6.1.5: Birkenwurzelstumpf im Benser Watt…………………………………………………141<br />
Abb. 6.1.6: Vergleich des Lipidinventars eines fossilen Birkenwurzelstumpfs (Benser Watt)<br />
mit rezentem Material <strong>der</strong> Moorbirke………………………………………….….....142<br />
Abb. 6.1.7: Torfplatte an <strong>der</strong> Oberfläche des Benser Watts……………………………….......…143
ABBILDUNGSVERZEICHNIS<br />
Abb. 6.1.8: Verteilungsmuster <strong>der</strong> n-Alkane und <strong>der</strong> pentacyclischen Triterpenoide in <strong>der</strong><br />
Torfplatte an <strong>der</strong> Oberfläche des Benser-Watt (TP-BW) im Vergleich mit <strong>der</strong><br />
Torfschicht im Teufenintervall 20-35 cm im Bohrkern Ostbense 3<br />
(OB3 20-35 cm)……………………………………………………………………..….144<br />
Abb. 6.1.9: Torfschicht an <strong>der</strong> Oberfläche des Benser Watts……………………..…….…..…...145<br />
Abb. 6.1.10: Verteilungsmuster <strong>der</strong> a) n-Alkane und b) pentacyclischen Triterpenoide in<br />
<strong>der</strong> Basistorfprobe an <strong>der</strong> Oberfläche des Benser Watts……………….….…..…146<br />
Abb. 6.1.11: n-Alkanverteilungsmuster in <strong>der</strong> Torfprobe BT1………………………..……..….148<br />
Abb. 6.2.1: Verteilungsmuster <strong>der</strong> n-Alkane und Triterpenoide im Sedimentkern<br />
Bensersiel 1 (BNS1 0-150 cm) und daraus abgeleitete Parameter…..…………..….149<br />
Abb. 6.2.2: Verteilungsmuster <strong>der</strong> n-Alkane ausgewählter Teufenabschnitte im<br />
Sedimentkern NHS1 (0-60 cm)…….………………………………….…………..….154<br />
Abb. 6.2.3: Verteilungsmuster <strong>der</strong> Triterpenoide in ausgewählten Teufenabschnitten des<br />
Sedimentkern NHS1 (0-60 cm)…………………………………………………..…....155<br />
Abb. 6.2.4: Mögliche Diagenesewege ausgesuchter Lupan<strong>der</strong>ivate……………………….….…156<br />
Abb. 6.2.5: Verteilungsmuster <strong>der</strong> n-Alkane und <strong>der</strong> pentacyclischen Triterpenoide in den<br />
Sedimentproben <strong>der</strong> Bohrung Neuharlingersieler Nacken (NHS-N1) im<br />
Vergleich mit <strong>der</strong> Lipidverteilung in <strong>der</strong> Bohrung Gröninger Plate (GP1)….....…158<br />
Abb. 6.3.1: Profile <strong>der</strong> Bohrkerne Ostbense (OB1-3) und Bensersiel (BNS1) mit den<br />
Datierungsergebnissen ausgewählter Horizonte………………………………..…...160<br />
Abb. 6.3.2a: Modellierte Ausbreitung des Basaltorfs (braune Fläche und Bohrungen die<br />
Basaltorf enthalten) im Rückseitenwatt <strong>der</strong> Insel Spiekeroog auf Basis<br />
flachseismischer Messungen ………………………………………………….….162<br />
Abb. 6.3.2b: Modellierte Ausbreitung eingeschalteter, sog. „schwimmen<strong>der</strong> Torfe“ im<br />
Rückseitenwatt <strong>der</strong> Insel Spiekeroog auf Basis flachseismischer Messungen….…163<br />
Abb. 6.3.3: Aktualisierte Meeresspiegelanstiegskurve für die südliche Nordseeküste<br />
nach Behre (2003)………………………………………………….……………….…164<br />
Abb. 9.2.1: Massenspektren ausgewählter unbekannter Triterpenoide…………………….…XIV<br />
Abb. 9.3.1: Mikroskopische Aufnahmen charakteristischer Großreste in den analysierten<br />
Proben……………………………………………………………………………....…XIX<br />
Abb. 9.3.2: Mikroskopische Aufnahmen charakteristischer Großreste in den analysierten<br />
Proben……………………………………………………………………………….…XX
TABELLENVERZEICHNIS<br />
TABELLENVERZEICHNIS<br />
Tab. 2.6.1: Vorkommen <strong>der</strong> n-Alkane in Organismen………………………………………….…24<br />
Tab. 2.8.1: δ 13 C-Werte für Pflanzen mit unterschiedlichem Metabolismus……………………...35<br />
Tab.3.1: Übersicht über die analysierten Pflanzen………………………………………………...46<br />
Tab.3.2: Übersicht über die geochemisch analysierten Sedimentproben aus dem<br />
Untersuchungsgebiet ……………………………………………………………………..51<br />
Tab. 3.3: Übersicht über die Hauptkomponenten <strong>der</strong> Großrestanalysen………………………..54<br />
Tab. 3.4: Übersicht über die Ergebnisse <strong>der</strong> massenspektrometrischen Altersdatierungen…....56<br />
Tab. 4.2.1: Aufnahmebedingungen <strong>der</strong> GC/FID-Analyse………………………………………....64<br />
Tab. 4.2.2: Aufnahmebedingungen <strong>der</strong> GC/MS-Analyse………………………………..………...64<br />
Tab. 4.2.3: Liste <strong>der</strong> identifizierten Triterpenoide mit ihren diagnostischen Fragmenten……...66<br />
Tab. 4.3.1: Aufnahmebedingungen für die EA/irm-MS-Analyse…………………………………69<br />
Tab. 4.3.2: Aufnahmebedingungen für die GC/irm-MS-Analyse……………………….………..70<br />
Tab. 5.1.1: Elementgehalte und pauschale Kohlenstoffisotopensignatur ausgesuchter<br />
Pflanzenproben……………………………………………………………………….…72<br />
Tab. 5.2.1: Molekulare Isotopensignatur <strong>der</strong> n-Alkane in den Blattwachsen torfbilden<strong>der</strong><br />
Pflanzen…………………………………………………………………………… ……75<br />
Tab. 5.2.2: Molekulare Isotopensignatur <strong>der</strong> n-Alkane in den Blattwachsen <strong>der</strong> marinen<br />
Makroflora…………………………………………………………………………...…76<br />
Tab. 5.2.3: Faktoren, die die Kohlenstoffisotopenfraktionierung in C 3 -Pflanzen beeinflussen...76<br />
Tab. 5.3.1: PPI-Werte (Phragmites-Peat Indicator) in den analysierten Schilfrohrproben….....83<br />
Tab. 5.3.2: n-Alkanverhältnisse in torfbildenden Pflanzen……………………………...……....100<br />
Tab. 5.4.1: Trivialname und systematischer Name <strong>der</strong> quantifizierten Triterpenoidketone<br />
und –alkohole…………………………………………………….………………….....102<br />
Tab. 5.4.2: Biomarker mit hohem chemotaxonomischem Potential………………..………........125<br />
Tab. 9.1.1: Elementgehalte und pauschale Kohlenstoffisotopensignatur in den analysierten<br />
Pflanzenproben…………………………………………………………………….….….I<br />
Tab. 9.1.2: Elementgehalte und pauschale Kohlenstoffisotopensignatur in den analysierten<br />
Torf- und Sedimentproben………………………………………………………………II<br />
Tab. 9.1.3: n-Alkangehalte <strong>der</strong> untersuchten Pflanzenproben………………………….……...…IV<br />
Tab. 9.1.4: n-Alkangehalte in den untersuchten Torf - und Sedimentproben……………....…...VI<br />
Tab.9.1.5: Gehalte an Triterpenoidketonen und -alkoholen in den untersuchten<br />
Pflanzenproben……………………………………………………………………....…VII<br />
Tab. 9.1.6: Gehalte an Triterpenoidketonen und -alkoholen in den untersuchten Torf- und<br />
Sedimentproben……………………………………………..…………………….…….IX<br />
Tab. 9.1.7: Symbolschlüssel <strong>der</strong> Triterpenoidalkohole und –ketone………………..……..………X
TABELLENVERZEICHNIS<br />
Tab. 9.1.8: Liste <strong>der</strong> unidentifizierten Verbindungen mit diagnostischen Fragmenten……..…XI<br />
Tab. 9.1.9: Verwendete Reagenzien und Lösemittel……………………………………..……....XII<br />
Tab. 9.1.10: Verwendete Geräte…………………………………………………………….…....XIII<br />
Tab. 9.3.1: Mengenangaben <strong>der</strong> Großrestanalyse……………………………………..….….….XXI<br />
Tab. 9.4.1: Ökologische Moortypen und ihre Kennzeichnung……………….………….....…XXII<br />
Tab. 9.4.2: Vegetationsgeschichtliche Glie<strong>der</strong>ung des Holozäns mit 14 C-Altern vor heute,<br />
Klimaabschnitten, Pollenzonen und Angaben <strong>der</strong> Vegetation…………………..XXIII
ABKÜRZUNGEN<br />
ABKÜRZUNGEN<br />
ACL<br />
AD<br />
AMS<br />
AVI<br />
BC<br />
BPI<br />
C 29<br />
C anorg<br />
C ges<br />
C org<br />
cal.<br />
DFG<br />
eV<br />
FID<br />
GC<br />
GRA<br />
Hc<br />
Hh<br />
Hl<br />
Hn<br />
Hp<br />
Hrsg.<br />
Hu<br />
i.d.R.<br />
ICBM<br />
ID<br />
ISTD<br />
Jhdt.<br />
J.v.H.<br />
KAS<br />
korr.<br />
konv.<br />
LUFA<br />
Average Chain Length (durchschnittliche Kettenlänge)<br />
Anno Domini<br />
Accelerator Mass Spectrometry (Beschleuniger-Massenspektrometrie)<br />
Alkan-Vegetations-Indikator<br />
vor Christus (before Christ)<br />
Bog Peat Indicator (Hochmoortorfindikator)<br />
organische Verbindung mit definierter Anzahl von Kohlenstoffatomen (hier<br />
29)<br />
Anorganischer Kohlenstoff<br />
Gesamtkohlenstoff<br />
Organischer Kohlenstoff<br />
calibrated (kalibriert)<br />
Deutsche Forschungsgemeinschaft<br />
Elektronenvolt<br />
Flammenionisierungsdetektor<br />
Gaschromatographie<br />
(botanische) Großrestanalyse<br />
Seggentorf<br />
Hochmoortorf<br />
Bruchwaldtorf<br />
Nie<strong>der</strong>moortorf<br />
Schilftorf<br />
Herausgeber<br />
Übergangsmoortorf<br />
in <strong>der</strong> Regel<br />
Institut für Chemie und Biologie des Meeres<br />
Innendurchmesser<br />
Interner Standard<br />
Jahrhun<strong>der</strong>t<br />
Jahre vor Heute<br />
Kaltaufgabesystem<br />
korrigiert<br />
konventionell<br />
Landwirtschaftliche Untersuchungs- und Forschungsanstalt
ABKÜRZUNGEN<br />
µg/g<br />
Mio.<br />
MS<br />
MSTFA<br />
MTHW<br />
m/z<br />
n.b.<br />
NN<br />
OM<br />
p.A.<br />
pers. Mitt.<br />
PPI<br />
RIC<br />
S ges<br />
sp.<br />
TG<br />
TIC<br />
TOC<br />
u<br />
v/v<br />
v-PDB<br />
Vol%<br />
WPI<br />
Mikrogramm pro Gramm<br />
Millionen<br />
Massenspektrometrie<br />
N-Methyl-N-trimethylsilyltrifluoracetamid<br />
mittleres Tidenhochwasser<br />
Verhältnis von Masse zur Ladung<br />
nicht bestimmbar<br />
Normalnull<br />
Organisches Material<br />
pro Analysis (zur Analyse)<br />
persönliche Mitteilung<br />
Phragmites Peat Indicator (Schilftorfindikator)<br />
rekonstruierter Ionenstrom (Reconstructed Ion Current)<br />
Gesamtschwefel<br />
Species<br />
Trockengewicht<br />
Total Inorganic Carbon (Gehalt an anorganischem Kohlenstoff)<br />
Total Organic Carbon (Gehalt an organischem Kohlenstoff)<br />
atomare Masseneinheit<br />
Volumen pro Volumen<br />
Vienna-Pee Dee Belemnite<br />
Volumenprozent<br />
Wood Peat Indicator (Bruchwaldtorfindikator)
EINLEITUNG UND ZIELSETZUNG<br />
1. EINLEITUNG UND ZIELSETZUNG<br />
1.1 EINLEITUNG<br />
Das Gebiet <strong>der</strong> heutigen <strong>Deutschen</strong> Bucht und damit auch <strong>der</strong> nordwestdeutschen Küste<br />
unterlag seit <strong>der</strong> letzten Eiszeit einem starken Wandel durch den Anstieg des Meeresspiegels<br />
(Streif 1990). Er setzte ein, als das Inlandeis nach dem Höhepunkt <strong>der</strong> Weichsel-Kaltzeit um<br />
15.000 J.v.h. abzuschmelzen begann. Aber erst im Holozän zwischen 8600 und 7100 J.v.h.<br />
gab es eine rasche Transgressionsphase, die den Meeresspiegel auf -15 m NN ansteigen ließ<br />
und den heutigen südlichen Nordseeraum überflutete. Dabei wurde die Küstenlinie <strong>der</strong><br />
Nordsee weit ins Landesinnere verschoben mit <strong>der</strong> Folge, dass <strong>der</strong> Grundwasserspiegel stark<br />
anstieg und eine Vernässungszone vor sich herwan<strong>der</strong>n ließ.<br />
Das Wattenmeer, als Rückseitenwatt hinter vorgelagerten Barriere-Inseln, entwickelte<br />
sich in <strong>der</strong> Zeit von 8000 bis 7000 J.v.h. Vollmarine Ablagerungsbedingungen wurden erst<br />
zum Ende dieses Zeitintervalls erreicht. Sedimentabfolgen vom Nordseegrund zeigen für<br />
diesen Zeitraum eine ausschließlich transgressive Überlagerung von Sedimenten marinen<br />
Ursprungs über basalem Torf o<strong>der</strong> pleistozänen Sanden. Seit dem mittleren Holozän nahm die<br />
Geschwindigkeit des Meeresspiegelanstiegs ab. Es gab immer wie<strong>der</strong> klimatische<br />
Abkühlungen mit Phasen <strong>der</strong> Stagnation, in denen die Küstenrandmoore mächtige Torfpakete<br />
ausbilden konnten, und regressiven Phasen, in denen die Moore vom Land in Richtung Meer<br />
auf marinen Sedimenten aufwuchsen. Durch die anschließende erneute Transgression wurden<br />
die wie<strong>der</strong>holten Lagen <strong>der</strong> so genannten „schwimmenden“ Torfe gebildet. Weitere<br />
kurzfristige Meeresspiegelsenkungen ereigneten sich um 2700 J.v.h. und 2000 J.v.h.<br />
Obwohl die Wasserstandsän<strong>der</strong>ungen in ihrem Trend die gesamte Küstenregion in<br />
gleicher Weise betrafen, wurden einzelne Küstenabschnitte je nach örtlichen Gegebenheiten<br />
und hydrologischen Verhältnissen unterschiedlich geprägt. Dabei können in benachbarten<br />
Küstenabschnitten einzelne transgressive und regressive Phasen unterschiedlich lange<br />
gedauert haben bzw. vollständig ausgefallen sein. Bei <strong>der</strong> Auswertung von<br />
Altersdatierungen an Torfen zeigte sich, dass die Fazieswechsel regionale Unterschiede<br />
aufweisen (Behre 1993). Unter diesen Umständen kam es zur Ausbildung verschiedenster<br />
Torfvarietäten, die in semiterrestrischen Milieus von Nie<strong>der</strong>mooren bis Hochmooren<br />
entstanden. Daneben kommen auch Mudden (torfartige Sedimente von Süßwasserseen) vor.<br />
Innerhalb <strong>der</strong> Torflagen können verschiedene Torfarten anhand ihrer Pflanzenreste<br />
unterschieden werden. Das Wachstum <strong>der</strong> Pflanzen war und ist in den wenigen auch heute<br />
14 C-<br />
1
EINLEITUNG UND ZIELSETZUNG<br />
noch wachsenden, d.h. Torf akkumulierenden Mooren von den jeweiligen hydrologischen und<br />
trophischen Verhältnissen im Moor abhängig. So wachsen im Nie<strong>der</strong>moor (minerotrophe)<br />
Pflanzen, die nährstoffreiches (Grund-)Wasser benötigen, wohingegen in einem<br />
aufwachsenden Hochmoor (ombrotrophe) Pflanzen leben, die nur durch nährstoffarmes<br />
Regenwasser genährt werden. Die Bildung eines Hochmoores, das aus einem Nie<strong>der</strong>moor<br />
aufwächst, stellt eine typische ungestörte Moorsukzession für den atlantischen Klimabereich<br />
dar. Die hydrologischen Verhältnisse (hier: Grundwasserstand) waren aber im norddeutschen<br />
Küstenbereich auch immer direkt mit dem Meeresspiegel verknüpft, weswegen es auch<br />
„rückläufige“ Moorentwicklungen während transgressiver Phasen gab, die entwe<strong>der</strong> nicht zur<br />
Hochmoorbildung o<strong>der</strong> sogar von <strong>der</strong> Hochmoor- zur Nie<strong>der</strong>moorbildung führten.<br />
Unterschiedliche Nie<strong>der</strong>moor- bzw. Hochmoortorfarten spiegeln also unterschiedliche<br />
Grundwasserstände und damit unterschiedliche klimagesteuerte Meeresspiegelstände wi<strong>der</strong>.<br />
Um Torf einer Torfart zuordnen zu können, ist eine Charakterisierung <strong>der</strong> pflanzlichen<br />
Überreste, d.h. des organischen Materials, in einem Torf notwendig. Herkömmliche<br />
Methoden <strong>der</strong> Botanik wie Makrofossil- o<strong>der</strong> palynologische Untersuchungen sind von den<br />
sichtbaren Pflanzenresten bzw. äolisch eingetragenen Pollenresten abhängig, die nur bedingt<br />
die vergesellschafteten Pflanzen repräsentieren, da sich das Pflanzenmaterial je nach<br />
Ablagerungsbedingung unterschiedlich schnell zersetzen bzw. von entfernter Stelle eingeweht<br />
werden kann (Grosse-Brauckmann, 1990).<br />
Eine verlässlichere Methode könnte durch organisch-geochemische Analysen erreicht<br />
werden, wenn Biomarker, in diesem Fall die molekularen Reste <strong>der</strong> torfbildenden Pflanzen,<br />
eine paläochemotaxonomische Einordnung des Torfmaterials zulassen. Die Biomarkeranalytik<br />
kann dann die herkömmlichen Methoden komplementär erweitern bzw. das<br />
organische Material von Torfen o<strong>der</strong> Torfresten auch dann noch klassifizieren, wenn es sich<br />
den botanischen Analysen entwe<strong>der</strong> durch schlechte Erhaltung o<strong>der</strong> durch geringe organische<br />
Kohlenstoffgehalte, wie sie z.B. in Wattsedimenten vorkommen, entzieht.<br />
Erodiertes Torfmaterial bildet einen bedeutenden Anteil am organischen Material<br />
gerade in tieferen Schichten <strong>der</strong> Wattsedimente (Rohjans, 2002). In diesen an organischem<br />
Kohlenstoff armen Sedimenten bleibt die Analyse <strong>der</strong> Biomarker oft <strong>der</strong> einzige Weg,<br />
Kenntnis über die Herkunft und Zusammensetzung des organischen Materials im Sediment zu<br />
erhalten. Durch Anwendung von Biomarker-Parametern, die aus den charakteristischen<br />
Lipidverteilungsmustern <strong>der</strong> torfbildenden Vegetation abgeleitet werden, ist eine vereinfachte<br />
Fazieszuordnung möglich (Köller, 2002).<br />
2
EINLEITUNG UND ZIELSETZUNG<br />
1.2 PROBLEMSTELLUNG UND ZIELSETZUNG<br />
Die bisherigen Daten über die extrahierbaren Lipide in Pflanzen und Torfen des<br />
norddeutschen Küstenraums sind nicht ausreichend, um eine sichere taxonomische<br />
Einschätzung <strong>der</strong> Pflanzenvergesellschaftung während des Torfwachstums vorzunehmen und<br />
fazielle Vergleiche zwischen den unterschiedlichen Torfvorkommen anzustellen. Diese<br />
Kenntnislücken erschweren darüber hinaus auf molekularer Ebene die Ansprache des fein<br />
verteilten terrigenen organischen Materials in den Sedimenten des Wattenmeeres, das<br />
offensichtlich zu einem erheblichen Teil aus erodierten Torfablagerungen stammt.<br />
Literaturdaten über die Naturstoffchemie <strong>der</strong> torfbildenden Pflanzen sind beson<strong>der</strong>s für die<br />
den Nie<strong>der</strong>moorbereich besiedelnden Organismen dürftig. Nachdem in Mooren allgemein die<br />
Pflanzendecke ihren eigenen Standort aufbaut, also durch Ablagerung von vertorfendem<br />
organischem Material den Moorkörper selbst bildet (sedentärer Prozess), müssen die<br />
Moorpflanzen und ihre Gesellschaften auch am Anfang dieser Betrachtung stehen. Die Ziele<br />
dieser Arbeit lassen sich daher wie folgt zusammenfassen:<br />
● Erweiterung <strong>der</strong> naturstoffchemischen Kenntnisse über die torfbildenden Pflanzen,<br />
beson<strong>der</strong>s in Nie<strong>der</strong>mooren. Pflanzen gleicher Art, aber von unterschiedlichen Standorten<br />
und aus unterschiedlichen Vegetationsperioden sollen die Einschätzung <strong>der</strong> natürlichen<br />
Variationsbreite <strong>der</strong> Lipidzusammensetzung erleichtern. Oberirdische Teile und<br />
Wurzeln/Rhizome werden getrennt untersucht, da bisher auf eine getrennte Analyse <strong>der</strong><br />
einzelner Pflanzenteile in den meisten <strong>der</strong> vorangegangenen Studien verzichtet wurde<br />
(u.a. Baas et al., 2000). Dabei ist das Erhaltungspotential bei <strong>der</strong> Torfbildung <strong>der</strong><br />
einzelnen Bestandteile einer Pflanze völlig unterschiedlich und unterscheidet sich auch<br />
von Pflanze zu Pflanze. Oberirdische Pflanzenbestandteile werden nach ihrem Absterben<br />
meist vollständig von Mikroorganismen aerob abgebaut (Mineralisierung). Dabei werden<br />
auch die enthaltenen Lipide (z.B. Blattwachse) verwertet und stehen so <strong>der</strong> Torfbildung<br />
nicht mehr zur Verfügung. So können möglicherweise durch die separate Analyse<br />
einzelner Pflanzenteile zusätzliche Informationen über das Erhaltungspotential <strong>der</strong> Lipide<br />
und den Torfbildungsprozess an sich erhalten werden.<br />
• Bei den Substanzenklassen stehen pentacyclische Triterpenoide an erster Stelle, aber auch<br />
die aliphatischen Kohlenwasserstoffe verdienen Interesse. Hier sollen u.a. die Systematik<br />
<strong>der</strong> n-Alkanverteilungen und das Auftreten des ungewöhnlichen C 24 -Alkans in zahlreichen<br />
Wattsedimenten aufgeklärt werden. Das Vorkommen einer Reihe von unbekannten<br />
Triterpenoiden, die in den bisher untersuchten Torfen keinem pflanzlichen Ursprung<br />
3
EINLEITUNG UND ZIELSETZUNG<br />
zugeordnet werden konnten, soll systematisiert werden. Diese Verbindungen kommen in<br />
den untersuchten Torfen in unterschiedlicher Verteilung und Konzentration vor und haben<br />
deshalb möglicherweise taxonomische o<strong>der</strong> fazielle Bedeutung (Wöstmann, 2000).<br />
• Die Reihe <strong>der</strong> bisher untersuchten Torfe soll auf Vorkommen ausgeweitet werden, die im<br />
Wattenmeer an <strong>der</strong> Oberfläche o<strong>der</strong> in den Prielen im Rückseitenwatt <strong>der</strong> ostfriesischen<br />
Inseln anstehen und heute aktiv erodiert werden. Von diesen Torfen sollen Bohrkerne<br />
gewonnen werden, die anschließend in ihrer stratigraphischen (faziellen) Entwicklung<br />
analytisch verfolgt werden. Die Analyse dieser Torfe liefern Grundlageninformationen, die<br />
für die Arbeiten in <strong>der</strong> Forschergruppe BioGeoChemie des Watts zum mikrobiellen Abbau<br />
von organischem Material in <strong>der</strong> tieferen anoxischen Zone <strong>der</strong> Wattsedimente von Nutzen<br />
sein werden.<br />
• Aus <strong>der</strong> Gesamtheit <strong>der</strong> Daten sollen Kriterien für eine bessere taxonomische Bewertung<br />
einzelner Lipide bzw. ihrer homologen Reihen abgeleitet werden. Mit diesen Kriterien<br />
sollen Faziesbewertungen für die Torfe im nordwestdeutschen Küstenraum vorgenommen<br />
werden. Die Suche dabei konzentriert sich auf molekulare Fossilien, die als Biomarker die<br />
Rekonstruktion <strong>der</strong> Paläoumweltbedingungen zum Zeitpunkt <strong>der</strong> Entstehung <strong>der</strong> holozänen<br />
Sedimentablagerungen in den Rückseitenwatten <strong>der</strong> Ostfriesischen Inseln erlauben.<br />
Darüber hinaus sollte sich ein Fazieswechsel z.B. zwischen Hochmoor und Nie<strong>der</strong>moor in<br />
den Ablagerungen sicher auf molekularer Ebene nachweisen lassen und damit organischgeochemische<br />
Methoden auf einer erweiterten Datenbasis komplementär zu paleobotanischen<br />
Untersuchungsmethoden etablieren.<br />
4
GRUNDLAGEN<br />
2. GRUNDLAGEN<br />
Im folgenden Abschnitt wird die Verknüpfung von biotischen und abiotischen<br />
Standortfaktoren mit <strong>der</strong> Ausbildung von charakteristischen Vegetationsformen erläutert.<br />
Nachdem in Mooren allgemein die Pflanzendecke ihren eigenen Standort aufbaut, also durch<br />
Ablagerung von vertorfendem organischem Material den Moorkörper selbst bildet (sedentärer<br />
Prozess), müssen die Moorpflanzen und ihre Gesellschaften auch am Anfang dieser<br />
Betrachtung stehen. Der Primär- und Sekundärstoffwechsel <strong>der</strong> torfbildenden Vegetation<br />
liefert die Lipide, die nach dem Absterben <strong>der</strong> Pflanze <strong>der</strong> Torfbildung zur Zerfügung stehen<br />
und in dieser Arbeit auf ein chemotaxonomisches Potential hin untersucht werden. Es folgt<br />
ein Überblick über die Abbaumechanismen pflanzlicher Biomasse, die durch die beson<strong>der</strong>en<br />
Ablagerungsbedingungen im Untersuchungsgebiet zur nacheiszeitlichen Akkumulation<br />
verschiedenster Torfvarietäten führten. Des Weiteren wird auf die nacheiszeitliche<br />
Entwicklung des norddeutschen Küstenraums und <strong>der</strong> küstenspezifischen Ablagerungen in<br />
den Rückseitenwatten <strong>der</strong> Inseln Baltrum und Spiekeroog eingegangen.<br />
Fachbegriffe, die nicht im laufenden Text erläutert werden, sind im Glossar (Abschnitt 9.5 im<br />
Anhang) aufgeführt.<br />
2.1 WESEN UND GRUNDLAGEN VON PFLANZENGESELLSCHAFTEN<br />
Der Begriff Pflanzengesellschaft beinhaltet die Gesamtheit von Pflanzenbeständen<br />
(Vegetationsgemeinschaften) und den daraus abstrahierten Typus (Grundtypus), <strong>der</strong> durch<br />
eine charakteristische Artenkombination und bestimmte Standortbedingungen gekennzeichnet<br />
ist (Dierßen, 2001).<br />
Die Reproduzierbarkeit ist ein wesentliches Faktum für die Pflanzengesellschaft, denn<br />
nicht je<strong>der</strong> Pflanzenbestand im Gelände ist einem Typus zuzuordnen. Eine Schlüsselrolle für<br />
die Artenauslese und –zusammensetzung spielen die jeweiligen Standortfaktoren. Diese sind<br />
sowohl exogener als auch endogener Natur, d.h. sie wirken einmal von außen auf die<br />
Pflanzengesellschaften ein und zum an<strong>der</strong>en von innen aus <strong>der</strong> Pflanzengesellschaft selbst<br />
heraus. Zu den exogenen Standortbedingungen zählen vor allem die klimatischen Faktoren<br />
(Nie<strong>der</strong>schläge, Temperatur, Wind etc.), aber auch die physikalische und chemische<br />
Bodenbeschaffenheit. Die endogenen Standortfaktoren werden sowohl bestimmt durch die<br />
Fähigkeit zur Konkurrenz und Koexistenz im Wettbewerb um Raum, Nahrung, Wasser und<br />
5
GRUNDLAGEN<br />
Energie als auch durch gewisse Abhängigkeiten (z.B. Licht- und Schattenpflanzen) und<br />
Anpassungsmechanismen <strong>der</strong> Pflanze.<br />
Die exogenen Faktoren bestimmen, welche Pflanzenarten an einem bestimmten Ort<br />
wachsen können und welche nicht, d.h. sie begrenzen den Rahmen <strong>der</strong><br />
Wachstumsmöglichkeiten im Gelände. Die endgültige Auswahl <strong>der</strong> Arten in einer<br />
Gesellschaft bestimmen sie in <strong>der</strong> Regel nicht. Dafür sind die endogenen Faktoren<br />
verantwortlich, jene Kräfte, welche die Pflanzen selbst besitzen o<strong>der</strong> entfalten, um das Leben<br />
in <strong>der</strong> Gemeinschaft zu regulieren (Dierßen, 2001). Die in dieser Arbeit analysierten<br />
Hochmoorpflanzen unterscheiden sich von den Nie<strong>der</strong>moorpflanzen in erster Linie durch ihre<br />
Anpassungsfähigkeit an extremen Nährstoffmangel und absolute Unabhängigkeit vom<br />
Grundwasserspiegel des Standorts.<br />
Aus <strong>der</strong> zufälligen primären Artenkombination, die aufgrund <strong>der</strong> exogenen Faktoren<br />
beispielsweise auf neu geschaffenen Wuchsplätzen wachsen können, entwickelt sich unter<br />
dem Einfluss <strong>der</strong> endogenen Faktoren eine bestimmte gesetzmäßige Artenkombination. Eine<br />
Ausnahme bildet ein exogener Extremfaktor wie z.B. <strong>der</strong> durch den steigenden Meeresspiegel<br />
induzierte Grundwasseranstieg in <strong>der</strong> norddeutschen Küstenregion, <strong>der</strong> für die Auslese <strong>der</strong><br />
Pflanzenarten in <strong>der</strong> Gesellschaft von entscheiden<strong>der</strong> Bedeutung war und ist. Durch den stark<br />
schwankenden Grundwasserspiegel und die extremen hydrologischen Bedingungen an <strong>der</strong><br />
sich südwärts verlagernden Küstenlinie wechselten die Vegetationsgemeinschaften im<br />
Hinterland mehrmals von grundwasserversorgter Nie<strong>der</strong>moor-Vegetation zu ombotropher<br />
(ausschließlich durch Regenwasser gespeister) Hochmoorvegetation und umgekehrt (Streif,<br />
1990).<br />
Eine Pflanze kann sich in <strong>der</strong> Artenverbindung ihrer Gesellschaft nur halten, wenn<br />
und solange sie sich räumlich, zeitlich und funktional einzufügen vermag. Gelingt das nicht,<br />
wird sie unterdrückt und letztlich eliminiert. Dementsprechend hat jede Pflanzengesellschaft<br />
neben <strong>der</strong> floristischen eine räumliche, zeitliche und funktionale Ordnung. Die räumliche<br />
Ordnung bezieht sich auf die chronologische Verbreitung einer Gesellschaft (z.B. Zonierung<br />
von Wasserpflanzengesellschaften) und auf das Einfügen <strong>der</strong> Gesellschaftspartner in den<br />
verfügbaren Wuchsraum.<br />
Der zeitlichen Ordnung unterliegen abiotische und biotische Faktoren wie etwa <strong>der</strong><br />
Rhythmus von Tages- und Jahreszeiten, <strong>der</strong> Wechsel von Regen- und Trockenzeiten,<br />
periodische Überschwemmungen etc. (Dierßen, 2001).<br />
Eine funktionale Ordnung <strong>der</strong> Gesellschaft zeigt sich in einem komplexen<br />
Wirkungsgefüge aus Wechselwirkungen zwischen den einzelnen Partnern <strong>der</strong> Gesellschaft<br />
6
GRUNDLAGEN<br />
einerseits sowie zwischen Pflanze und Standort an<strong>der</strong>erseits. Pflanzengesellschaften bilden<br />
ein offenes, dynamisches System, das in vielen Zwischenstufen durch Umstrukturierung in<br />
<strong>der</strong> Artenkombination in quantitativer und qualitativer Hinsicht auf verän<strong>der</strong>te<br />
Standortbedingungen reagieren kann. Dabei bleibt die charakteristische Artenkombination <strong>der</strong><br />
Gesellschaft zwar erhalten, aber die Mengenverhältnisse <strong>der</strong> einzelnen Arten verschieben<br />
sich, und es können neue Arten hinzutreten. Diese hinzugetretenen Arten werden dann als<br />
Differentialarten bezeichnet, weil sie je nach Anzahl und Menge geringere o<strong>der</strong> größere<br />
Abweichungen vom Typus <strong>der</strong> Gesellschaft anzeigen. Durch die Differentialarten kann die<br />
Pflanzengesellschaft in Untereinheiten aufgeglie<strong>der</strong>t werden, die dann als feinste<br />
Standortanzeiger fungieren (Eber, 2001).<br />
2.2 DIE VEGETATION DER MOORE<br />
Für die Glie<strong>der</strong>ung <strong>der</strong> Pflanzen- bzw. Vegetationsgemeinschaften in den holozänen<br />
Küstenmooren Norddeutschlands sind neben <strong>der</strong> Nährstoffversorgung am jeweiligen Standort<br />
die hydrologischen Bedingungen, die letztendlich zur Moorbildung führen, von<br />
entscheiden<strong>der</strong> Bedeutung. Das Zusammenspiel von Nie<strong>der</strong>schlagsmenge und sich<br />
verän<strong>der</strong>ndem Grundwasserspiegel führte zur Ausbildung verschiedenster Moortypen mit<br />
ihren jeweils charakteristischen Vegetationsgemeinschaften, die heute in Form von mehr o<strong>der</strong><br />
weniger stark zersetzten Torfen im Küstenraum anstehen, erodieren und in die Wattsedimente<br />
eingelagert werden.<br />
2.2.1 VEGETATIONSGEMEINSCHAFTEN IM NIEDERMOOR<br />
Die Pflanzengesellschaft eines Nie<strong>der</strong>moores deckt ihren Wasser- und Nährstoffbedarf<br />
(minerotroph bzw. eutroph/mesotroph) aus dem Grund- und Oberflächenwasser. In<br />
Küstennähe besteht daher eine enge Beziehung zum Meeresspiegelstand, <strong>der</strong> den<br />
Grundwasserstand beeinflusst o<strong>der</strong> bei entsprechen<strong>der</strong> Höhe (auf lange Sicht: Transgression)<br />
direkt auf das Gebiet einwirkt und damit das Moorwachstum unterbindet. Der pH-Wert <strong>der</strong><br />
Torfe von Nie<strong>der</strong>mooren variiert von 4 bis 7,5, <strong>der</strong> Gehalt an Stickstoff zwischen 2,5 und<br />
4,5% und <strong>der</strong> Schwefelgehalt zwischen 0,5 und 5%, bezogen auf wasserfreies Sediment<br />
(Naucke, 1990). Nie<strong>der</strong>moore zeichnen sich aufgrund <strong>der</strong> reichhaltigen Nährstoffe durch<br />
einen relativen Artenreichtum aus.<br />
7
GRUNDLAGEN<br />
● Eutraphente Röhrichte<br />
Schilfröhrichte (Scirpo-Phragmitetum) unterscheiden sich von allen an<strong>der</strong>en Röhrichttypen<br />
durch die Beteiligung <strong>der</strong> hochwüchsigen Röhrichtarten wie Schilf (Phragmites australis),<br />
Breitblättriger Rohrkolben (Typha latifolia), Schmalblättriger Rohrkolben (Typha<br />
angustifolia), Gewöhnliche Teichsimse (Schoenoplectus lacustris) und Salzteichsimse<br />
(Schoenoplectus tabernaemontani) und werden deshalb auch als Großröhrichte bezeichnet.<br />
Alle diese Arten bilden oft einartige Bestände aus, die als eigene Gesellschaft angesehen<br />
werden. Das Schilf ist in Europa die produktivste und konkurrenzfähigste Art <strong>der</strong><br />
Feuchtgebiete. Seine ökologische und pflanzensoziologische Amplitude reicht von sauer- und<br />
kalkoligotrophen über brackige, eu- und hypertrophe Flachwasserzonen bis zu zeitweilig<br />
überfluteten Ufern (Dierßen, 2001). Aufgrund <strong>der</strong> hohen Salztoleranz des Schilfrohrs war und<br />
ist das großflächige Auftreten in Küstennähe stark begünstigt (Eber, 2001).<br />
● Großseggenriede<br />
Die Großseggenriede werden vor allem von <strong>der</strong> Blasensegge (Carex vesicaria), Wassersegge<br />
(Carex aquatilis), Walzensegge (Carex elongata) und <strong>der</strong> Schnabelsegge (Carex rostrata)<br />
ausgebildet, wobei Carex rostrata als Differentialart beson<strong>der</strong>s nährstoffarmes Grundwasser<br />
anzeigt. Das Schnabelseggenried findet man deshalb auch häufig in Randsümpfen von<br />
Hochmooren, wo ein Schilfröhricht aus Nährstoffmangel ganz fehlt. Die Sumpfscheide<br />
(Cladium mariscus) ist beson<strong>der</strong>s bei kalkhaltigem Grundwasser bestandsbildend (Dierßen,<br />
2001).<br />
2.2.2 VEGETATIONSGEMEINSCHAFTEN IM ÜBERGANGSMOOR<br />
Wenn durch zunehmende Verlandung <strong>der</strong> Wasserstand relativ sinkt, Nährstoffe schlechter<br />
zugänglich werden und bereits einige Hochmoorpflanzen neben <strong>der</strong> Nie<strong>der</strong>moorpflanzengesellschaft<br />
auftreten (z.B. die Moorbirke, Betula pubescens, o<strong>der</strong> das Pfeifengras, Molinia<br />
caerula, sowie bestimmte Seggenarten, z.B. die Igel- o<strong>der</strong> die Braunsegge, Carex echinata<br />
o<strong>der</strong> C. nigra), wird dieses als Übergangsmoor bezeichnet (Grosse-Brauckmann, 1990, 1996).<br />
Diese Bezeichnung und ihre Definition sind umstritten, da sie keine festen Grenzen besitzt,<br />
son<strong>der</strong>n einen Übergangszustand zwischen zwei voneinan<strong>der</strong> klar abgegrenzten Bereichen<br />
(Hoch- und Nie<strong>der</strong>moor) darstellen (Tüxen, 1984). Das Pfeifengras (Molinia caerulea) und<br />
die Flatterbinse (Juncus effusus) sind typische Vertreter früher Entwässerungsstadien eines<br />
Nie<strong>der</strong>moores, während <strong>der</strong> Sumpffarn (Thelypteris palustris) fast ausschließlich nur im<br />
Unterholz eines Erlen-Birkenbruchwaldes größere geschlossene Bestände aufbaut.<br />
8
GRUNDLAGEN<br />
8000 J.v.h.: Reiche Verlandungsvegetation<br />
und dichter Erlenbruchwald besiedeln<br />
als Keime des Hochmoores<br />
eine von Gletscherton abgedichtete,<br />
staunasse Senke.<br />
5000 J.v.h.: Die Verlandung des Sees<br />
ist abgeschlossen und <strong>der</strong> Bruchwald<br />
weitgehend von Nie<strong>der</strong>moortorfen<br />
überdeckt. Hohe Nie<strong>der</strong>schläge führen<br />
zur Bildung erster Hochmoorinseln<br />
über dem Nie<strong>der</strong>moortorf.<br />
Heute: Die uhrglasförmige Aufwölbung<br />
des Hochmoores erstreckt<br />
sich über die gesamte Senke, nur ein<br />
schmaler Nie<strong>der</strong>moorgürtel grenzt das<br />
Hochmoor gegen seine Umgebung ab.<br />
Bruchwaldtorf<br />
Tonmudde<br />
Hochmoortorf<br />
Kiefernwaldtorf<br />
Abb. 2.2.1: Typisches Aufwachsen eines atlantischen Hochmoores (aus Gerken, 1983).<br />
● Moorgebüsche<br />
Unter dem Namen Moorgebüsche (Salicetalia auritae) fasst Weber (1998) die Gebüsche <strong>der</strong><br />
Feuchtgebiete zusammen. Es handelt sich dabei um Gebüsche, die in <strong>der</strong><br />
Verlandungssukzession den Röhrichten folgen und später von den Bruchwäl<strong>der</strong>n abgelöst<br />
werden. Dementsprechend stehen sie auch in <strong>der</strong> Uferzonierung zwischen den Röhrichten und<br />
den Bruchwäl<strong>der</strong>n. Bei <strong>der</strong> Trockenlegung von Feuchtgebieten können sie sich rapide<br />
ausbreiten, wenn keine Nutzung <strong>der</strong> Flächen folgt. Hauptholzarten dieser Gebüsche sind die<br />
beiden breitblättrigen Weiden – schmalblättrige sind charakteristisch für Fließgewässer –<br />
Ohrweide (Salix aurita) und Grauweide (Salix cinerea) sowie Faulbaum (Frangula alnus)<br />
und Gagelstrauch (Myrica gale). Oft werden mit einzeln auftretenden Exemplaren von<br />
Moorbirke (Betula pubescens) und Schwarzerle (Alnus glutinosa) bereits Vertreter des<br />
Folgestadiums gefunden.<br />
● Erlenbruchwäl<strong>der</strong><br />
Erlenbruchwäl<strong>der</strong> sind das letzte Glied <strong>der</strong> Verlandungssukzession. Sie entwickeln sich auf<br />
rein organischen Böden, einem stark zersetzten Nie<strong>der</strong>moortorf, <strong>der</strong> bereits von den<br />
vorausgehenden Röhrichtstadien produziert wurde. Der Wasserstand ist ganzjährig hoch und<br />
im Winterhalbjahr meist überstaut. Da das Wasser stagniert, ist Sauerstoffmangel in <strong>der</strong><br />
Rhizosphäre (Wurzelraum) das Hauptproblem <strong>der</strong> Vegetation. Unter diesen Bedingungen<br />
9
GRUNDLAGEN<br />
fallen die Arten <strong>der</strong> Eichen-Buchenwäl<strong>der</strong> (Querco-Fagetea) vollständig aus und werden<br />
durch nässetolerante Arten ersetzt, die auch längere Überstauung vertragen können (Dierßen,<br />
2001).<br />
Allen Erlenbruchwäl<strong>der</strong>n gemeinsam ist eine Baumschicht, in <strong>der</strong> nur im Birken-<br />
Erlenbruchwald mit <strong>der</strong> Moorbirke (Betula pubescens) eine zweite Baumart die Schwarzerle<br />
(Alnus glutinosa) begleitet. In <strong>der</strong> Strauch- und Krautschicht <strong>der</strong> Birken-Erlenbruchwäl<strong>der</strong><br />
sind auch die Wasserminze (Mentha aquatica), Wolfstrapp (Lycopus europaeus), Sumpffarn<br />
(Thelypteris palustris) und Blasensegge (Carex vesicaria) häufig bestandsbildend (Eber,<br />
2001), wobei die drei letztgenannten als Differentialarten <strong>der</strong> in ihrem Artengefüge in ganz<br />
Nord-West Europa sehr ähnlich zusammengesetzten Bruchwaldvegetation gelten (Ellenberg,<br />
1986).<br />
2.2.3 VEGETATIONSGEMEINSCHAFTEN DER HOCHMOORE<br />
● Allgemeine Charakteristik<br />
Hochmoore sind Lebensräume, in denen die Vegetation selbst – das sind in erster Linie die<br />
Torfmoose <strong>der</strong> Gattung Sphagnum – ihr eigenes Substrat, den Torf, produziert. Man spricht<br />
deshalb auch von <strong>der</strong> biogenen Entstehung <strong>der</strong> Hochmoore.<br />
Diese entwickeln sich entwe<strong>der</strong> aus <strong>der</strong> Verlandung von Gewässern über<br />
Nie<strong>der</strong>mooren o<strong>der</strong> aus Feuchtheiden mit mineralischem Untergrund in einer langen<br />
Sukzession. Im Laufe dieser Sukzession wächst die Moorvegetation immer weiter aus dem<br />
Einfluss des mineralstoffreichen Grundwassers heraus und wird sowohl im Wasserhaushalt<br />
als auch in <strong>der</strong> Nährstoffversorgung ausschließlich von den Nie<strong>der</strong>schlägen abhängig<br />
(Ombrotrophie). Der hoch anstehende Moorwasserspiegel führt zu anaeroben Verhältnissen<br />
(Sauerstoffmangel) im Substrat und schafft zusammen mit dem ausgeprägten Stickstoff- und<br />
Phosphormangel Extrembedingungen für pflanzliches und tierisches Leben. Es herrscht ein<br />
saures Milieu mit pH-Werten von 3 bis 5. Der Stickstoffgehalt übersteigt selten 1% und <strong>der</strong><br />
Schwefelgehalt selten 0,1% bezogen auf die Trockenmasse (Naucke, 1990). Dadurch ist auch<br />
die Aktivität <strong>der</strong> Substanz abbauenden Mikroorganismen beeinträchtigt, und die Zersetzung<br />
organischer Substanz bleibt hinter <strong>der</strong> jährlichen Neuproduktion pflanzlicher Biomasse<br />
zurück. Es kommt zur Akkumulation von mächtigen Torfschichten. Die Endstadien dieser<br />
Entwicklung werden als ombrotrophe o<strong>der</strong> Regenwasserhochmoore bezeichnet.<br />
Hochmoorkörper besitzen eine charakteristische Morphologie. Die zentrale<br />
Hochfläche liegt deutlich über dem Niveau <strong>der</strong> Umgebung und fällt allseitig über ein<br />
trockenes Randgehänge zu einem Randsumpf (Lagg) ab, <strong>der</strong> bereits unter dem Einfluss des<br />
10
GRUNDLAGEN<br />
mineralstoffreichen Grundwassers steht. Beson<strong>der</strong>s charakteristisch ist die Oberflächenstruktur<br />
<strong>der</strong> Hochfläche mit einem Mosaik aus miteinan<strong>der</strong> verbundenen rinnenartigen<br />
Schlenken und wenige Dezimeter herausragenden buckelartigen Bulten. Größere<br />
Wasseroberflächen stellen die Kolke o<strong>der</strong> Mooraugen dar, die aufgrund fehlen<strong>der</strong><br />
Verlandungsprozesse extrem langlebig sind. Im Winterhalbjahr fließen die Nie<strong>der</strong>schlagsüberschüsse<br />
über das Randgehänge in die Randsümpfe ab, wobei durch Erosion<br />
Abflussrinnen entstehen können, die als Rüllen bezeichnet werden.<br />
Die Lebensbedingungen im Hochmoor sind also keineswegs so gleichförmig, wie es<br />
zunächst scheint. Kolke, Rüllen und Schlenken sind nassere Bereiche, in denen sich auch <strong>der</strong><br />
Abfluss mit ausgewaschenen Nährstoffen sammelt. Die Rän<strong>der</strong> <strong>der</strong> Kolke und Rüllen sowie<br />
die Bulten sind vor allem im Sommer besser durchlüftet, so dass auch Mineralisierungsprozesse<br />
stattfinden können. An den Mikrostandorten, wo durch Mineralisierung o<strong>der</strong><br />
Anreicherung durch Zufluss eine bessere Nährstoffversorgung vorhanden ist, können sich<br />
auch minerotraphente Mineralbodenwasserzeiger ansiedeln. Die eigentlichen<br />
ombrotraphenten Hochmoorarten sind vor allem auf den Bulten zu finden. Alle ombrogenen<br />
Hochmoore sind an ein nie<strong>der</strong>schlagsreiches Klima mit schwacher Verdunstung gebunden;<br />
sie sind in Deutschland vor allem auf die küstennahen Gebiete beschränkt (Succow und<br />
Joosten, 2001).<br />
Hochmoorbulten und Feuchtheiden sind Wuchsorte von Pflanzengesellschaften, in<br />
denen Zwergsträucher eine große Rolle spielen. Hochmoorschlenken und Übergangsmoore<br />
dagegen, die vor allem im Randbereich von Hochmooren zu finden sind, sind demgegenüber<br />
Wuchsorte typischer Sumpfpflanzen. Allen gemeinsam ist die überragende Rolle, die<br />
Torfmoosarten (Sphagnun sp.) an ihrem Aufbau haben (Eber, 2001).<br />
● Vegetation <strong>der</strong> Hochmoorschlenken, Kolke und Ablaufrinnen (Rüllen)<br />
Die Vegetation <strong>der</strong> Hochmoore ist extrem artenarm und schwachwüchsig. Alle Arten haben<br />
spezifische Anpassungen entwickelt, um an diesem Problemstandort überleben zu können. Sie<br />
sind dementsprechend typische Vertreter <strong>der</strong> „Stresstoleranz-Strategie“, einer <strong>der</strong> drei<br />
ökologischen Primärstrategien nach Grime (1979).<br />
Aufgrund <strong>der</strong> hydrologischen Bedingungen in den Schlenken, Kolken und Rüllen <strong>der</strong><br />
Hochmoore bilden sich charakteristische Vegetationsgemeinschaften aus, die sich durch ihre<br />
Anpassungsfähigkeit an die bereits stark limitierte Nährstoffversorgung von den<br />
Vegetationsgemeinschaften <strong>der</strong> Übergangsmoore abgrenzen lassen.<br />
11
GRUNDLAGEN<br />
Als grasartige Sumpfpflanzen (Helophyten) werden die echten Gräser und die im<br />
Habitus ähnlichen Sauergräser (Caperaceae) sowie wenige Vertreter an<strong>der</strong>er Familien<br />
bezeichnet. Typische Vertreter ausläuferbilden<strong>der</strong> Schlenkenbewohner sind das<br />
Schmalblättrige Wollgras (Eriophorum angustifolium), das Weiße (Rhychospora alba) und<br />
das Braune Schnabelried (Rhychospora fusca) sowie die Blumenbinse (Scheuchzeria<br />
palustris). Allen Arten gemeinsam ist die Ausbildung von Durchlüftungsgeweben<br />
(Aerenchymen) in allen Organen, über die die unterirdischen Organe mit Sauerstoff versorgt<br />
werden. Die Hohlraumbauweise dürfte gleichermaßen eine Maßnahme darstellen, Baustoffe<br />
zu sparen, insbeson<strong>der</strong>e die wachstumsbegrenzenden Mangelnährstoffe Stickstoff und<br />
Phosphor. Das Sumpf-Sternstreifenmoos (Aulacomnium palustre) ist ein Vertreter <strong>der</strong><br />
Laubmoose, <strong>der</strong>en Vorkommen sich hauptsächlich auf die Saumgesellschaft am feuchteren<br />
Rand <strong>der</strong> Heidemoore sowie auf die Funktion als Ersatzvegetation nasser Birkenbruchwäl<strong>der</strong><br />
beschränkt.<br />
● Vegetation <strong>der</strong> Hochmoorbulte<br />
Zur Vegetation <strong>der</strong> Hochmoorbulte gehören Gefäßpflanzen (Kormophyten), die alle einen<br />
Höhenzuwachs erreichen müssen, <strong>der</strong> den <strong>der</strong> konkurrienden Torfmoose kompensiert. Sie<br />
entwickeln dabei ein Etagenwachstum, in dem man die Jahreszuwächse bei den meisten Arten<br />
gut erkennen kann.<br />
Pflanzenspezies wie die Besenheide (Calluna vulgaris), Rosmarienheide (Andromeda<br />
polifolia), Moosbeere (Vaccinium oxycoccus) und Glockenheide (Erica tetralix) bilden als<br />
Zwergsträucher das prägende Element <strong>der</strong> Hochmoor- Bultenvegetation. Allen gemeinsam<br />
sind <strong>der</strong>be mehrjährige („immergrüne“) Blätter mit einer dicken Cuticula (Abschlusshaut), die<br />
ihnen helfen, sommerliche und winterliche Trockenperioden zu überstehen. Die Blatträn<strong>der</strong><br />
sind bei ihnen mit Ausnahme <strong>der</strong> Vaccinium-Arten nach unten umgebogen (revolute Blätter),<br />
wodurch die Spaltöffnungen beson<strong>der</strong>s geschützt werden. Sowohl die ledrigen Blätter als<br />
auch die verholzten Achsen sind außerordentlich arm an Proteinen und tragen dadurch dem<br />
geringen Stickstoff- und Phosphorangebot Rechnung. Die verlängerte Lebensdauer <strong>der</strong> Blätter<br />
ermöglicht es zudem, mit einer einmaligen Investition dieser Mangelmineralien für den<br />
Blattaufbau mehrere Jahre Photosynthese betreiben zu können, wobei allerdings die Leistung<br />
von Jahr zu Jahr geringer wird. Immergrüne, oft hartlaubige (skleromorphe) Blätter sind vor<br />
allem bei Pflanzen von Trockenstandorten zu finden und stellen auch dort eine wichtige<br />
Anpassung dar (Xeromorphie). Ebenso wie bei den Ericaceen nährstoffarmer Standorte ist<br />
Stickstoff- und Phosphormangel <strong>der</strong> entscheidende Auslöser für ihre Ausbildung und nicht<br />
12
GRUNDLAGEN<br />
etwa Wassermangel. Durch das Verholzen von Hochmoorpflanzen wird <strong>der</strong>en Evaporation<br />
herabgesenkt und damit <strong>der</strong> gesamte Stoffwechsel <strong>der</strong> Pflanzen verlangsamt. So überleben die<br />
Zwergsträucher auch extremen Nährstoffmangel. Zusätzlich besitzen alle Zwergsträucher <strong>der</strong><br />
Hochmoorbulten eine Mykorrhiza, eine Symbiose mit Pilzen, die ihnen eine bessere<br />
Versorgung mit den Mangelnährstoffen sichert. Ihre faserförmigen Wurzeln sind frei von<br />
Durchlüftungsgewebe (Aerenchymen) und werden daher ausschließlich oberflächennah<br />
ausgebildet.<br />
● Torfmoose (Sphagnum sp.)<br />
Hochmoor-Torfmoose sind sowohl aufgrund ihres quantitativen Anteils an <strong>der</strong> Pflanzendecke<br />
als auch als Substratproduzenten die Schlüsselarten leben<strong>der</strong> Hochmoore. Sie wachsen<br />
kontinuierlich in die Höhe, während gleichzeitig ihre basalen Teile absterben. Bei einem<br />
Längenzuwachs <strong>der</strong> Bultmoose von bis zu 50 cm pro Jahr beträgt das Wachstum <strong>der</strong><br />
Mooroberfläche jedoch nur 2-20 cm. Da zudem <strong>der</strong> Neuzuwachs die abgestorbenen Teile<br />
immer stärker komprimiert, wird durch die Produktion von 20 Jahren lediglich 1 cm Torf<br />
gebildet. Tote Wasserspeicherzellen (Hyalinzellen), <strong>der</strong>en Volumen das <strong>der</strong> lebenden Zellen<br />
weit übertrifft, sowie ein Kapillarsystem aus Blättchen und Stämmchen machen die<br />
Torfmoosdecke zu einem leistungsstarken Wasserspeicher. Austrocknungen im Sommer wie<br />
auch durch Frosttrockenheit im Winter überstehen sie als wechelfeuchte (poikilohydre)<br />
Pflanzen ohne Schäden. Auch bei den Torfmoosen kann man zwischen typischen<br />
Schlenkentorfmoosen wie z.B. Sphagnum palustre und Sphagnum cuspidatum und<br />
Bulttorfmoosen (z.B. Sphagnum magellanicum und S. rubellum) unterscheiden (Göttlich,<br />
1990).<br />
● Austrocknung des Hochmoores<br />
In Trockenphasen o<strong>der</strong> durch Entwässerung können sich auf einer Hochmoorfläche verstärkt<br />
Birken o<strong>der</strong> Gagelsträucher (Myrica gale) ansiedeln, die wie<strong>der</strong>um durch ihre große<br />
Transpirationsleistung das Moor weiter austrocknen. An <strong>der</strong> Oberfläche können oxidative<br />
Zersetzungsprozesse stattfinden, die zu einem mesotrophen Nährstoffangebot führen.<br />
Pflanzen, die in einem oligotrophen Hochmoor nicht vorkommen, wie z.B. das Pfeifengras<br />
(vergl. Übergangsmoor), halten Einzug (Hiller, 1997). Trockene Sommer und damit<br />
einhergehende Wasserspiegelabsenkungen überstehen Hochmoorsphagnen ohne Probleme,<br />
wenn sie sich in anschließenden regenreichen Zeiten regenerieren können. Ein geringes und<br />
dauerhaftes Absenken des mooreigenen Wasserspiegels führt allerdings zum Absterben <strong>der</strong><br />
ursprünglichen Moorvegetation. Mit geringer werdendem Wasserstand wechselt die<br />
13
GRUNDLAGEN<br />
Vegetation vom Moorstadium über das Moorheidestadium zum Pfeifengras-Heidestadium<br />
und letztendlich zum reinen Heidestadium (Ellenberg, 1996).<br />
2.3 BILDUNG VON BIOMARKERLIPIDEN IM PFLANZLICHEN<br />
STOFFWECHSEL<br />
Der Aufbau, die Funktion und die chemische Zusammensetzung <strong>der</strong> einzelnen Pflanzenteile<br />
sind von entscheiden<strong>der</strong> Bedeutung für das Verständnis des pflanzlichen Stoffwechsels, denn<br />
höhere Pflanzen synthetisieren eine große Zahl organischer Verbindungen, die für Wachstum<br />
und Energiegewinnung keine direkt erkennbare Funktion erfüllen. Man bezeichnet diese nicht<br />
unbedingt notwendigen, von Art zu Art unterschiedlichen Stoffwechselprodukte als sekundäre<br />
Pflanzenstoffe o<strong>der</strong> Sekundärstoffe (Kutschera, 2002).<br />
Im Gegensatz dazu sind die Primärstoffe, zu denen neben den Kohlenhydraten,<br />
Aminosäuren, Proteinen und Chlorophyllen auch die Lipide <strong>der</strong> Biomembranen (Fettsäuren<br />
und Steroide) gehören, universell in allen Zellen <strong>der</strong> Pflanze anzutreffen und Träger des zur<br />
Aufrechterhaltung des lebensnotwendigen Grund- o<strong>der</strong> Primärstoffwechsels. Die Grenze<br />
zwischen Primär- und Sekundärstoffwechsel ist allerdings fließend und nicht durch<br />
Stoffgruppen abgrenzbar.<br />
Die chemisch sehr unterschiedlich aufgebauten pflanzlichen Sekundärstoffe, von<br />
denen mehr als 200.000 Strukturen bereits bekannt sind, treten häufig nur in bestimmten<br />
Pflanzengruppen auf und sind dann von chemotaxonomischer Bedeutung. Dabei sollte<br />
allerdings nicht übersehen werden, dass es sich bei den bisher gefundenen Verbindungen<br />
meist um akkumulierte Sekundärprodukte handelt; bei ihrem Turn-over übertrifft offenkundig<br />
die Synthese den Abbau. Laufen beide Prozesse mit etwa <strong>der</strong> gleichen Geschwindigkeit ab,<br />
wird sich ein entsprechendes Sekundärprodukt praktisch nicht anreichern. Folglich entgeht es<br />
<strong>der</strong> Entdeckung, obwohl es synthetisiert wird (Richter, 1996). Jede Pflanzenart ist durch das<br />
Vorkommen eines charakteristischen Spektrums von verschiedenen Pflanzeninhaltsstoffen<br />
gekennzeichnet, von denen viele dauernd vorrätig gehalten werden, während die Bildung<br />
an<strong>der</strong>er durch bestimmte biotische o<strong>der</strong> abiotische Umwelteinflüsse erst induziert wird<br />
(Strasburger, 2002).<br />
Sekundäre Pflanzenstoffe besitzen eine Vielzahl von ökologischen Funktionen. Sie<br />
wirken als Lockstoffe, Fraßhemmer, Mikrobiozide o<strong>der</strong> Hemmstoffe gegenüber pflanzlichen<br />
Konkurrenten (= Allelopathika). Die überwiegende Fülle <strong>der</strong> Sekundärmetabolite bildet<br />
gleichsam einen chemischen Schutzschild, hinter dem sich die Pflanze gegen eine Unzahl von<br />
14
GRUNDLAGEN<br />
Pflanzenfressern (Herbivore) und mikrobiellen Pathogenen (Viroide, Viren, Bakterien, Pilze)<br />
wirksam verteidigen kann. Es verwun<strong>der</strong>t daher nicht, dass eine große Zahl von<br />
Sekundärmetaboliten toxisch ist. Bisher konnten etwa 17.000 verschiedene Toxine aus<br />
Pflanzen isoliert werden (Strasburger, 1978). Je nach Biosyntheseweg können die sekundären<br />
Pflanzenstoffe in drei große Gruppen eingeteilt werden, die Terpene, die Phenole und die<br />
stickstoffhaltigen Sekundärstoffe. Im folgenden Abschnitt werden sowohl die pflanzlichen<br />
Primärstoffe als auch die chemotaxonomisch wichtigsten Sekundärstoffe näher<br />
charakterisiert.<br />
2.4 VORKOMMEN DER LIPIDE IN HÖHEREN LANDPFLANZEN<br />
2.4.1 BLATTWACHSE UND IHRE ZUSAMMENSETZUNG<br />
Die Entwicklung <strong>der</strong> Wachsschutzschicht stellte nach Gülz (1994) eine notwendige<br />
Voraussetzung für die Evolution <strong>der</strong> Landpflanzen aus aquatischen Pflanzen dar. Durch die<br />
unterschiedliche Zusammensetzung <strong>der</strong> Blattwachse entstehen, unter dem Elektronenmikroskop<br />
sichtbar, unterschiedliche Wachskristallformen, die auch innerhalb <strong>der</strong>selben<br />
Pflanze variieren können. Während <strong>der</strong> weitergehenden Evolution <strong>der</strong> Landpflanzen auf den<br />
Kontinenten haben sich diskrete Wachszusammensetzungen entwickelt, die sich bei<br />
Gymnospermen und Angiospermen (Gülz, 1994) und mit einigen Ausnahmen auch zwischen<br />
C 3 - und C 4 -Pflanzen (Bianchi, 1995) unterscheiden.<br />
Blattwachse enthalten u.a. langkettige n-Alkane, n-Alkan-2-one, n-Alkohole und<br />
n-Fettsäuren in homologer Reihe, vor allem unverzweigt, gesättigt bis mehrfach ungesättigt<br />
und mit Kohlenstoffzahlen in <strong>der</strong> Regel von C 16 bis C 37 . Dabei haben n-Alkane und n-Alkan-<br />
2-one gewöhnlich eine ungeradzahlige Bevorzugung, während die homologen Reihen <strong>der</strong><br />
an<strong>der</strong>en genannten Stoffgruppen eine geradzahlige Bevorzugung aufweisen (Eglinton und<br />
Hamilton, 1967; Bianchi, 1995). Der Grund liegt in <strong>der</strong> Biosynthese <strong>der</strong> genannten Stoffe:<br />
n-Fettsäuren werden aus C 2 -Einheiten mithilfe verschiedener Enzyme in einem<br />
Kondensations-Verlängerungs-Mechanismus aufgebaut, so dass eine gerade Anzahl von<br />
Kohlenstoffatomen resultiert. n-Alkohole werden durch Reduktion <strong>der</strong> n-Fettsäuren, bei <strong>der</strong><br />
als Zwischenprodukte n-Aldehyde auftreten, n-Alkane durch Decarboxylierung <strong>der</strong><br />
n-Fettsäuren gebildet (Kolattukudy et al., 1976; Bianchi, 1995; von Wettstein-Knowles,<br />
1995). Umstritten ist die Bildung <strong>der</strong> n-Alkan-2-one und n-Aldehyde mit ungera<strong>der</strong><br />
Kohlenstoffzahl, die Oxidationsprodukte <strong>der</strong> n-Alkane sein könnten (Kolattukudy et al., 1976;<br />
Bianchi, 1995). Einen weiteren Bestandteil <strong>der</strong> Blattwachse bilden homologe Reihen von<br />
15
GRUNDLAGEN<br />
bifunktionalisierten Verbindungen, z.B. ω-Hydroxyfettsäuren, Dicarbonsäuren und<br />
α,ω-Alkandiole (Gülz, 1994).<br />
Zusätzlich zu den homologen Reihen kommen in den Blattwachsen zahlreiche an<strong>der</strong>e<br />
Verbindungen vor, unter denen die zu den Terpenen gehörenden pentacyclischen<br />
Triterpenoide neben den Steroiden einen großen Anteil bilden können (Gülz, 1994). Die<br />
große Gruppe <strong>der</strong> Terpene besteht aus etwa 8000 bisher identifizierten Verbindungen. Viele<br />
Pflanzen erzeugen flüchtige Terpene, um bestimmte Insekten zur Bestäubung anzulocken,<br />
an<strong>der</strong>e dagegen, um Fraßfeinde zu vertreiben. Neben diesen als Signalstoffe dienenden<br />
Verbindungen spielen die Terpene auch als Wachstumsregulatoren <strong>der</strong> Pflanzen<br />
(Phytohormone) eine wesentliche Rolle (Breitmaier, 1999). Die Terpene folgen einem<br />
einheitlichem Bauprinzip: Sie bestehen aus Methylbutan-Einheiten, sog. Isopren-Einheiten,<br />
(C 5 ) n , und werden daher auch Isoprenoide genannt (s.a. Isopren-Regel nach Ruzicka im<br />
Glossar 9.5). Sie kommen in <strong>der</strong> Natur als Kohlenwasserstoffe, als Alkohole und <strong>der</strong>en<br />
Glycoside, als Ether, Aldehyde, Ketone, Carbonsäuren und Ester vor. Je nach Anzahl <strong>der</strong><br />
Isopren-Untereinheiten unterscheidet man Hemi- (C 5 ), Mono- (C 10 ), Sesqui- (C 15 ), Di- (C 20 ),<br />
Sester- (C 25 ), Tri- (C 30 ) und Tetraterpene (C 40 ) sowie Polyterpene (C 5 ) n mit n>8. Als Beispiel<br />
für ein Diterpenoid sei Phytol (3,7,11,15-Tetramethylhexadec-2(E)-en-1-ol) genannt, das den<br />
lipophilen Bestandteil des Chlorophylls a darstellt und somit in allen Grünpflanzen vorkommt<br />
(Amelingmeier, 1999). Als wichtige Vertreter <strong>der</strong> Triterpene werden Steroide mit<br />
tetracyclischem Grundgerüst und vor allem pentacyclische Triterpenoide in <strong>der</strong> vorliegenden<br />
Arbeit näher besprochen (s. 2.5.2). Die Biosynthese <strong>der</strong> Triterpene verläuft durch<br />
Verknüpfung zweier Äquivalente des Farnesyldiphosphats zum Squalenepoxid, <strong>der</strong><br />
Grundsubstanz aller Angiospermen-Triterpenoide. Aus den unterschiedlichen<br />
Faltungsmöglichkeiten des Squalenepoxids auf Enzymoberflächen lassen sich die<br />
verschiedenen polycyclischen Ringsysteme für die Triterpene ableiten. Dabei entstehen<br />
Triterpengerüste, die sich in Zahl und Art <strong>der</strong> Ringsysteme, Doppelbindungen, Stellung <strong>der</strong><br />
Methylgruppen und Oxidationsgrad unterscheiden (Amelingmeier, 1999).<br />
2.4.2 DIE ZELLWANDBESTANDTEILE CUTIN, SUBERIN UND SPOROPOLLENIN<br />
Neben den Wachsen liegt in <strong>der</strong> Epi<strong>der</strong>mis Cutin vor, welches eine Versteifung <strong>der</strong><br />
Zellwände bewirkt (ähnlich dem Verkorken durch Suberin). Cutin und Suberin sind<br />
hochpolymere Ester gesättigter und ungesättigter Fett- und Oxyfettsäuren. Cutin enthält im<br />
Gegensatz zu Suberin nur sehr geringe Mengen an ungesättigten Fettsäuren (von Denffer et<br />
al., 1978). Cutinsäuren, vornehmlich ω-Hydroxyfettsäuren mit einer zweiten Hydroxyl- o<strong>der</strong><br />
16
GRUNDLAGEN<br />
einer Epoxygruppe, werden biosynthetisch aus n-Fettsäuren durch ω-Hydroxylierung und<br />
weitere Hydroxylierung o<strong>der</strong> Epoxidierung gebildet (Kolattukudy et al., 1976). Ein weiteres,<br />
mit Cutin verwandtes Polymer ist Sporopollenin, ein spezifischer Wandstoff von Pilzsporen<br />
und Pollenkörpern, <strong>der</strong> gegen Verseifung (auch mit starken Säuren) und Verwesung so<br />
resistent ist, dass sich die Wände <strong>der</strong> mit Sporopollenin imprägnierten Zellen (Sporo<strong>der</strong>men)<br />
in Torfablagerungen durch Jahrmillionen unverän<strong>der</strong>t erhalten haben (von Denffer et al.,<br />
1978). Sporopollenin entsteht wahrscheinlich aus oxidativer Polymerisierung von<br />
Carotinoiden und wird als Polyterpen (s.o.) angesehen (Amelingmeier, 1999).<br />
2.4.3 LIPIDE ALS SPEICHERSTOFF<br />
Lipide sind eine sehr effiziente Form, Energie zu speichern. Sie treten im Pflanzenreich vor<br />
allem in Samen in Form von Ölen auf. Pflanzenöle bestehen fast ausschließlich aus<br />
Triglyceriden, also Estern des Alkohols Glycerin mit drei Molekülen Fettsäuren.<br />
2.5 ABBAU PFLANZLICHER BIOMASSE<br />
Die torfbildenden Prozesse, die letztendlich einen vollständigen Abbau <strong>der</strong> pflanzlichen<br />
Biomasse verhin<strong>der</strong>n, sind von entscheiden<strong>der</strong> Bedeutung für das Verständnis und die<br />
Interpretation <strong>der</strong> Lipidverteilungsmuster organischer Ablagerungen.<br />
2.5.1 TORFBILDUNG<br />
Die Torfbildung ist ein sehr ineffizienter Prozess: Weniger als 10% <strong>der</strong> Pflanzenproduktion in<br />
einer typischen torfbildendenen Umgebung akkumulieren als Torf. Der Rest wird durch die<br />
assoziierten Mikrobengemeinschaften wie<strong>der</strong>verwertet o<strong>der</strong> aus dem System entfernt.<br />
Die Produkte <strong>der</strong> Torfbildung sind Huminstoffe, braune hydrierte Gele ohne innere<br />
Strukturen, die als wasserlösliche organische Substanzen durch Auswaschung aus<br />
abgestorbenen Pflanzenteilen (Streu, Wurzelresten) und als Ausscheidungen <strong>der</strong><br />
Mikroorganismen in den Boden gelangen. Zur Einteilung <strong>der</strong> Huminstoffe hat sich die<br />
Auflösung mit Natronlauge und die anschließende Fällung <strong>der</strong> „Huminsäuren“ mit Salzsäure<br />
durchgesetzt, wobei die „Fulvinsäuren“ in Lösung bleiben. Der in Natronlauge unlösliche Teil<br />
des Humus wird als „Humin“ bezeichnet (Fischer, 1993). Bei diesem Trennverfahren werden<br />
die gelösten organischen Moleküle nach <strong>der</strong> Anzahl und Stärke hydrophiler, saurer Gruppen<br />
und nach <strong>der</strong> molaren Masse aufgetrennt. Ein großer Nachteil dieses Extraktions- und<br />
Fraktionierungsverfahrens ist jedoch, dass die zu untersuchenden Huminstoffe durch die<br />
17
alkalische Behandlung in irreversibler Weise verän<strong>der</strong>t<br />
werden können, so dass die einzelnen Fraktionen nicht<br />
mehr die Eigenschaften <strong>der</strong> Ausgangsprobe repräsentieren.<br />
Die oxidierenden Bedingungen, die an <strong>der</strong><br />
Oberfläche <strong>der</strong> Torfsümpfe herrschen, werden durch<br />
reduzierende Bedingungen ersetzt, sobald sich eine<br />
Abdeckung durch stehende Gewässer bildet o<strong>der</strong> auch bei<br />
zunehmen<strong>der</strong> Kompaktion des Pflanzenmaterials mit <strong>der</strong><br />
Tiefe. An <strong>der</strong> Oberfläche sind die pH-Werte neutral o<strong>der</strong><br />
schwach sauer, aber mit zunehmen<strong>der</strong> Versenkung nimmt<br />
die Acidität zu. Die bakteriellen Gemeinschaften verän<strong>der</strong>n<br />
sich, und ihre Aktivitäten nehmen langsam ab, bis sie<br />
schließlich auf ein Minimum reduziert sind.<br />
Diese Bedingungen, die für die Erhaltung des<br />
GRUNDLAGEN<br />
Abb. 2.5.1: Bildung von Huminstoffen<br />
im Boden (nach Fischer, 1993).<br />
organischen Materials vorteilhaft sind, können sich oft schon direkt unterhalb <strong>der</strong> Oberfläche<br />
ausbilden. Zu <strong>der</strong> Ausbildung dieser Bedingungen tragen auch Ausscheidungen von Moosen<br />
und Mikroorganismen bei, da sie die Acidität des Moorwassers erhöhen und damit ungünstige<br />
Bedingungen für abbauende Bakterien schaffen. Durch die Wasserübersättigung kommt es zu<br />
reduzierenden Bedingungen, die zusammen mit Sauerstoffmangel zu einer Begrenzung des<br />
mikrobiellen Abbaus und zur Bildung von Torfablagerungen führt (Killops und Killops,<br />
1997). Eine optimale Erhaltung des Torfs ist nur möglich, wenn das Wasser anoxisch ist; dies<br />
wird durch die Verlangsamung <strong>der</strong> Strömung durch den sich bildenden Torf geför<strong>der</strong>t.<br />
Die Torfbildung beginnt im Oberflächenmaterial des Bodens als mechanische<br />
Zersetzung des Pflanzenmaterials durch wirbellose Tiere. Diese Zerkleinerung ist eine<br />
wichtige Unterstützung des mikrobiellen Abbaus, vor allem durch die Vergrößerung <strong>der</strong><br />
anzugreifenden Oberfläche. Eine Depolymerisierung <strong>der</strong> Polysaccharide durch abbauende<br />
Organismen erfolgt direkt nach <strong>der</strong> Sedimentation des Materials. Hemicellulose-Bestandteile<br />
werden ebenso rasch abgebaut, gefolgt von <strong>der</strong> Umwandlung <strong>der</strong> Cellulose zu<br />
Glucoseeinheiten. Lignin ist eine Polyphenolverbindung, die durch Vernetzung <strong>der</strong><br />
Zellulosefasern eine wesentliche Stützfunktion bei terrestischen Pflanzen übernimmt. Als<br />
weitgehend resistentes Biopolymer erfolgt sein Abbau bevorzugt unter oxischen Bedingungen<br />
meist durch Pilze und spezielle Bakterien, wobei große Mengen an phenolischen<br />
aromatischen Einheiten und Carbonsäureeinheiten freigesetzt werden. Mikrobielle Metabolite<br />
18
GRUNDLAGEN<br />
und die Zellbestandteile <strong>der</strong> Pilze und Bakterien lagern sich ab und leisten damit einen<br />
Beitrag zum organischen Material in Torfen (z.B. fungale Kohlenhydrate).<br />
Bei <strong>der</strong> weiteren Torfbildung setzt sich die allmähliche biochemische Umwandlung<br />
des Lignins unter Mitwirkung <strong>der</strong> Depolymerisierung und Defunktionalisierung fort (d.h.<br />
Verlust <strong>der</strong> Methyl- und Methoxygruppen). Eine thermodynamisch gesteuerte<br />
Polymerisierung und Kondensation <strong>der</strong> Produkte <strong>der</strong> unterschiedlichen Abbaureaktionen<br />
erfolgt unter Verlust <strong>der</strong> funktionellen Gruppen. Im Verlauf <strong>der</strong> Torfbildung werden Gase wie<br />
CH 4 , NH 3 , N 2 O, N 2 , H 2 S und CO 2 freigesetzt. Das CO 2 entstammt hauptsächlich dem Zerfall<br />
<strong>der</strong> Kohlenhydrate, insbeson<strong>der</strong>e <strong>der</strong> Cellulose. Bei zunehmen<strong>der</strong> Diagenese erniedrigen sich<br />
Lignin- und Cellulosegehalt des Torfs, <strong>der</strong> Gehalt an Huminstoffen nimmt zu. Cellulose kann<br />
noch im Torf gefunden werden, fehlt jedoch in <strong>der</strong> weichen Braunkohle, die in einem<br />
fortgeschrittenen Stadium <strong>der</strong> Diagenese gebildet wird. Der Ligningehalt kann im Torf 35%<br />
erreichen (Killops und Killops, 1997).<br />
Das Lipidmaterial in den Torfen ist größtenteils auf Blätter, Sporen, Pollen, Früchte<br />
und harzige Gewebe beschränkt. Obwohl diese Bestandteile in den höheren Pflanzen eine<br />
relativ untergeordnete Rolle spielen, werden sie bei <strong>der</strong> Torfbildung aufgrund ihrer<br />
Beständigkeit aufkonzentriert. Allgemein enthalten Torfe bis zu etwa 95% Wasser und<br />
5 – 15% lösliches organisches Material.<br />
Dieses lösliche organische Material, das aus den Lipidbestandteilen stammt, setzt sich<br />
aus ca. 50% Wachs, 25% Paraffin und 25% Harz zusammen (Killops und Killops, 1997).<br />
2.5.2 ERHALTUNGSPOTENTIAL PFLANZLICHEN GEWEBES BEI DER TORFBILDUNG<br />
Im Allgemeinen sind die Erhaltungsbedingungen für organische Substanzen in<br />
nährstoffarmem Milieu, beson<strong>der</strong>s in den sauren Hochmoortorfen, günstig. In den<br />
nährstoffreichen und neutralen bis alkalischen Nie<strong>der</strong>moortorfen sind sie schlechter, sehr<br />
schlecht in wechselfeuchten o<strong>der</strong> von strömendem Grundwasser mit Sauerstoff versorgten<br />
Ablagerungen (Grosse-Brauckmann, 1990). Beson<strong>der</strong>s auffällig sind die Aziditätsunterschiede<br />
<strong>der</strong> Moore in ihrer Wirkung auf den Zersetzungsgrad <strong>der</strong> Torfe, da die<br />
Zusammensetzung <strong>der</strong> im Moor vertretenen Mikroorganismenpopulationen und die<br />
Aktivitäten <strong>der</strong> vorhandenen Arten stark pH-abhängig sind. Da niedrige pH-Werte für die<br />
Mehrzahl <strong>der</strong> Bakterien ungünstig sind, führt dies auch zu geringeren Stoffumsätzen. Zwar<br />
sind grundsätzlich alle Zersetzungsgrade bei allen Torf-pH-Werten möglich, aber im<br />
Durchschnitt sind doch die (weniger sauren) Nie<strong>der</strong>moortorfe stärker zersetzt als die (sehr<br />
sauren) Übergangs- und Hochmoortorfe.<br />
19
GRUNDLAGEN<br />
Parallel mit den pH-Unterschieden än<strong>der</strong>n sich in aller Regel die Stickstoffgehalte <strong>der</strong><br />
Torfe. So verhalten sich die Zersetzungsgrade <strong>der</strong> Torfe weitgehend parallel zu den<br />
N-Gehalten bzw. gegenläufig zu den C/N-Verhältnissen <strong>der</strong> Torfe, was auch <strong>der</strong> forstlichen<br />
Erfahrung entspricht, dass N-reiches Falllaub (z.B. von Esche und Erle) beson<strong>der</strong>s schnell<br />
umgesetzt wird (Grosse-Braukmann, 1990).<br />
Neben <strong>der</strong> chemischen Elementarzusammensetzung des pflanzlichen Ausgangsmaterials<br />
spielen auch die hydrologischen Verhältnisse im Moor bei <strong>der</strong> Torfbildung eine<br />
entscheidende Rolle. Wenn in einem Moor die mittleren Grundwasserstände niedrig bzw. die<br />
Grundwasserschwankungen groß sind, ist eine starke Zersetzung die Folge. Umgekehrt sind<br />
die unter hohen und wenig schwankenden Wasserständen abgelagerten Torfe beson<strong>der</strong>s<br />
schwach zersetzt.<br />
Die Übergangsmoore, noch verhältnismäßig nährstoffarm und sauer, stehen<br />
hinsichtlich <strong>der</strong> Erhaltungsbedingungen den Hochmooren nahe. Da bei ihnen aber die<br />
Artenzahl in <strong>der</strong> Vegetation größer als bei den Hochmooren ist, sind ihre Torfe botanisch am<br />
vielfältigsten zusammengesetzt.<br />
2.5.3 MIKROBIELLER ABBAU VON TORF<br />
Torfe können in Abhängigkeit von den Bildungsbedingungen hinsichtlich ihrer pflanzlichen<br />
Zusammensetzung und <strong>der</strong> mineralischen Anteile variieren. Eine dritte und sehr wesentliche<br />
Variationsmöglichkeit ist <strong>der</strong> Zersetzungsgrad. Der Zersetzungsgrad von Torfen stellt das<br />
Ausmaß <strong>der</strong> Zersetzung torfbilden<strong>der</strong> Pflanzenteile dar. Auch in wachsenden Mooren kommt<br />
es während <strong>der</strong> Torfablagerung so zu beträchtlichen Stoffverlusten. Diese Stoffverluste<br />
können im Vergleich zur aufwachsenden Biomasse über 50% betragen (Zeitz, 1997). Aus<br />
Datierungen (u.a. durch Pollenanalyse) vermutet Lappalainen (1996), dass das<br />
durchschnittliche Wachstum <strong>der</strong> Moore etwa 0,5 – 1 mm pro Jahr beträgt. Bei den<br />
Stoffverlusten spielen zwei Prozesse eine wesentliche Rolle: die Mineralisierung und die<br />
Humifizierung.<br />
Die Mineralisierung ist die durch Bodenorganismen vorgenommene biochemische<br />
Umwandlung von organischer Substanz in anorganische Verbindungen. Als<br />
thermodynamisch stabilste Produkte entstehen Gase, unter aeroben Bedingungen CO 2 und N 2 ,<br />
unter anaeroben Bedingungen NH 3 , H 2 S und CH 4 . Dabei wird Energie freigesetzt, die die<br />
Mikroorganismen für ihren eigenen Betriebsstoffwechsel benötigen. Die Mineralisierung von<br />
Torfen verläuft in drei Phasen (Müller et al., 1980; Kuntze et al., 1992).<br />
20
GRUNDLAGEN<br />
• Biochemische Initialphase: Hochpolymere Verbindungen werden durch<br />
Hydrolyse und Oxidation zum Teil enzymatisch in ihre Einzelbausteine ohne sichtbare äußere<br />
Zerstörung des Zellverbandes zerlegt. Diese Reaktionen können Umwandlungen von Stärke<br />
in Zucker, Eiweiß in Aminosäuren und Chlorophyll in aromatische Verbindungen sein.<br />
• Mechanische Zerteilungsphase: Die biochemisch bereits aufgelockerten<br />
Substanzen werden durch Organismen <strong>der</strong> Makro- und Mikrobodenfauna zerkleinert und<br />
vermischt.<br />
• Mikrobielle Umbauphase: Heterotrophe und saprophytische Organismen<br />
spalten enzymatisch organische Verbindungen in ihre Grundbausteine, die sie für ihren<br />
eigenen Betriebsstoffwechsel benötigen.<br />
Diese mikrobielle Veratmung von organischer Substanz unter Freisetzung von CO 2 ,<br />
H 2 O, Mineralstoffen und Energie ist als die eigentliche Mineralisierung zu bezeichnen (Zeitz,<br />
1997). Ihr Umfang und ihre Intensität hängen von verschiedenen Standortfaktoren ab. Der<br />
aerobe bakterielle Zelluloseabbau in Torfen erfolgt vorwiegend durch Cytophaga (Küster,<br />
1990). Hinsichtlich <strong>der</strong> Pflanzeninhaltsstoffe ergibt sich folgende Reihenfolge <strong>der</strong> Stabilität<br />
gegenüber Mineralisierung:<br />
Zucker < Stärke < Proteine < Pektine < Zellulose < Lignine < Wachse < Harze <<br />
Gerbstoffe.<br />
Daraus erklärt sich <strong>der</strong> unterschiedlich schnelle Abbau von unterschiedlichen Pflanzenarten:<br />
Leguminosen > an<strong>der</strong>e Kräuter > Gräser > Laubgehölze > Nadelhölzer ><br />
Zwergsträucher > Bleich- und Torfmoose.<br />
Arbeiten aus Weißrussland (Lishtvan und Bamblov, 1987) zeigen, dass die<br />
Mineralisierungsgeschwindigkeit von Riedmoortorfen um das zwei- bis dreifache höher ist als<br />
bei Holz- und Schilftorfen.<br />
Die drei Phasen <strong>der</strong> Mineralisierung bilden die Grundlage für die Humifizierung, bei<br />
<strong>der</strong> aus reaktionsfähigen Spaltprodukten stabile Humusstoffe synthetisiert werden.<br />
Humusstoffe sind Makromoleküle. In den sauren und nährstoffarmen Hochmooren entstehen<br />
die Humusstoffe in einer chemischen Reaktion; die biochemische Entstehung von<br />
Huminstoffen erfolgt auf Standorten mit hoher mikrobiologischer Aktivität. Die in<br />
Hochmooren vorwiegend vorkommenden Fulvosäuren haben einen niedrigen<br />
21
GRUNDLAGEN<br />
Polymerisierungsgrad und eine geringe Stabilität, in Nie<strong>der</strong>mooren herrschen Huminsäuren<br />
mit höherer Stabilität vor (Zeitz, 1997).<br />
Sollen Moore wachsen, müssen die Phasen möglicher Zersetzung zeitlich begrenzt<br />
sein. Bei gleichen hydrologischen Bedingungen hängt <strong>der</strong> Zersetzungsgrad von <strong>der</strong><br />
Zersetzbarkeit <strong>der</strong> Pflanzeninhaltsstoffe und von den pH-Verhältnissen ab. Bei sehr geringen<br />
pH-Werten sind die Lebensbedingungen für Mikroorganismen ungünstig, zudem sind<br />
Bleichmoose relativ stabil gegen Zersetzung, so dass nur geringe Stoffumsätze vorherrschen.<br />
Sehr intensive Zersetzungen laufen in karbonathaltigen Mooren und Nie<strong>der</strong>mooren mit hohen<br />
pH-Werten ab. Die Zersetzungsgrade steigen mit den N-Gehalten und kleiner werdenden<br />
C/N-Verhältnissen <strong>der</strong> Torfe. Höhere Temperaturen beschleunigen die Zersetzung; so sind die<br />
im Subatlantikum (ca. 2500 J.v.H) entstandenen Torfe in den nordwestdeutschen<br />
Hochmooren stark zersetzt („Schwarztorf“).<br />
Die Bestimmung von Zersetzungsgraden verschiedener Torfarten erfolgt nach <strong>der</strong><br />
auch im Gelände durchführbaren Handquetschmethode nach von Post (1924) mit<br />
Zersetzungsgraden (H) von H = 1 (unzersetzt) bis H = 10 (stark zersetzt).<br />
Mit zunehmendem Zersetzungsgrad <strong>der</strong> Torfe nimmt die Zahl <strong>der</strong> Mikroorganismen<br />
ab. Hauptursache nach Küster (1990) könnte die geringe Verfügbarkeit leicht abbaubarer<br />
Substanzen sein. Höhere Zersetzungsgrade <strong>der</strong> Torfe bewirken außerdem eine erhöhte<br />
Lagerungsdichte, die nach Mün<strong>der</strong> (1980) wie<strong>der</strong>um zu einer Verringerung <strong>der</strong><br />
Torfmineralisierung führt.<br />
Wachsende und naturnahe Moore gehören zu den wichtigsten terrestischen Speichern<br />
von organischen Kohlenstoffverbindungen. Nach Martikainen et al. (1993) enthalten Moore<br />
20-30% des weltweit akkumulierten Kohlenstoff-Vorrats, wobei sie nur 0,5% <strong>der</strong><br />
Erdoberfläche einnehmen.<br />
Dieser wesentlichen Senkenfunktion steht eine in den letzten Jahren stärker diskutierte<br />
Quellenfunktion von Feuchtgebieten gegenüber: Naturbelassene Nie<strong>der</strong>moore sind als starke<br />
Methanquelle einzuschätzen, sie können 190 bis 430 kg CH 4 ha -1 a -1 freisetzen (Duxbury et<br />
al., 1993; Martikainen et al., 1995). Methan entsteht bei dem anaeroben Zelluloseabbau durch<br />
die Tätigkeit von anaeroben Zellulosezersetzern (z.B. Clostridium; Küster, 1990). Methan<br />
gehört neben Lachgas (N 2 O) und Kohlendioxid (CO 2 ) zu den wichtigsten klimarelevanten<br />
Spurengasen und hat verglichen mit CO 2 ein höheres relatives Treibhauspotential (Augustin<br />
et al., 1996).<br />
22
GRUNDLAGEN<br />
2.6 (PALÄO-)CHEMOTAXONOMIE UND BIOMARKER<br />
Chemotaxonomie ist die Taxonomie auf <strong>der</strong> Basis von chemischen Inhaltsstoffen <strong>der</strong><br />
einzuordnenden Organismen. Paläochemotaxonomie ist die Chemotaxonomie in Anwendung<br />
auf ab- bzw. ausgestorbene Organismen.<br />
Um eine (paläo-)chemotaxonomische Beziehung herstellen zu können, sind geeignete<br />
chemische Substanzen (sog. Biomarker) erfor<strong>der</strong>lich. Seit <strong>der</strong> Entdeckung von<br />
Metallporphyrinen in Erdöl und Gesteinsbitumen und <strong>der</strong> Korrelation mit <strong>der</strong> Chlorophyll-<br />
Struktur (Treibs, 1936) sind neben diesen ersten noch zahlreiche weitere Biomarker entdeckt<br />
worden. Man nutzt die Tatsache, dass verschiedene organische Substanzen natürlicher<br />
Herkunft Rückschlüsse auf die Quelle und den Auf-/Abbau des organischen Materials<br />
zulassen. Es werden solche organischen Substanzen als Biomarker definiert, die im Laufe<br />
ihrer Diagenese genügend molekulare Strukturmerkmale bewahrt haben, um als modifizierte<br />
Komponente einer organischen Quellverbindung erkannt zu werden (Killops und Killops,<br />
1997). Hierbei kann es sich um Einzelverbindungen handeln wie z.B. den pentacyclischen<br />
Triterpenoidalkohol Betulin (spezifischer Biomarker für Pflanzen <strong>der</strong> Betula Sp.) o<strong>der</strong> eine<br />
Verteilung homologer Verbindungen, die ein einheitliches Verhalten während ihrer<br />
Strukturmodifikation zeigen, z.B. ein n-Alkanverteilungsmuster.<br />
Außerdem müssen die Moleküle analytisch gut zugänglich sein. Dies trifft auf eine<br />
sehr große Zahl von Substanzen zu, die aus Sedimenten bekannt sind (und wahrscheinlich auf<br />
eine noch größere Zahl, die es noch zu entdecken gilt): aliphatische, alicyclische und<br />
aromatische Kohlenwasserstoffe und Verbindungen mit einer o<strong>der</strong> mit mehreren<br />
funktionellen Gruppen (langkettige Alkohole, Aldehyde, Ketone, Säuren u.v.a.). Diejenigen<br />
Verbindungen, die in organischen Lösemitteln gut löslich sind, werden unter dem Oberbegriff<br />
Lipide zusammengefasst.<br />
Neben Kohlenhydraten, Proteinen und Nukleinsäuren sind Lipide eine <strong>der</strong> großen<br />
Naturstoffklassen, die in je<strong>der</strong> lebenden Zelle vorkommen (Amelingmeier, 1999). Sie haben<br />
unterschiedlichste Funktionen und werden von den Pflanzen biosynthetisch erzeugt. Lipide<br />
mit enzymatischen, strukturbildenden und vor allem energiespeichernden Funktionen<br />
befinden sich in den Zellen <strong>der</strong> Pflanzen. Lipide werden aber auch in <strong>der</strong> Pflanzenhülle<br />
angetroffen. So produzieren höhere Landpflanzen zu ihrem Schutz (vor allem vor<br />
Austrocknung und Befall durch Mikroorganismen) auf allen Pflanzenteilen, die mit <strong>der</strong> Luft<br />
direkten Kontakt haben, Epicuticular- o<strong>der</strong> Blattwachse (Kolattukudy, 1976; Gülz, 1994;<br />
Rie<strong>der</strong>er und Schreiber, 1995; Amelingmeier, 1999).<br />
23
GRUNDLAGEN<br />
Für den Zweck <strong>der</strong> chemotaxonomischen Zuordnung stehen verschiedene<br />
Verbindungsklassen zur Verfügung, <strong>der</strong>en chemotaxonomisches Potential für die<br />
Faziescharakterisierung erodierter Torfe und Sedimentablagerungen im Wattenmeer<br />
nachfolgend erläutert und auf <strong>der</strong> Basis publizierter Studien bewertet wird.<br />
2.6.1 CHEMOTAXONOMISCHES POTENTIAL DER N-ALKANE<br />
Eglinton et al. (1962) stellten schon früh fest, dass Verteilungsmuster von n-Alkanen einen<br />
Hinweis auf die Herkunft dieser Verbindungen von bestimmten Pflanzen liefern können. Es<br />
gibt zahlreiche Untersuchungen, die versucht haben, dieses chemotaxonomische Potential<br />
weiter zu verfolgen (u.a. Castillo et al., 1967; Sever, 1972; Corrigan et al., 1973; Cranwell,<br />
1973; Cardoso et al., 1983; Collister et al., 1994; Hietala et al., 1997; Ficken et al., 1998,<br />
Martins et al., 1999; Baas et al., 2000; Köller, 2002; Rommerskirchen et al., 2006). Das<br />
Auftreten von langkettigen n-Alkanen ist nicht auf höhere Pflanzen beschränkt, jedoch sind<br />
mit entsprechen<strong>der</strong> Kenntnis die Verteilungen leicht zu unterscheiden bzw. zu interpretieren<br />
(u.a. Poynter, 1989), z.B. anhand <strong>der</strong> deutlichen Dominanz <strong>der</strong> ungeradzahligen<br />
Verbindungen. Eine Übersicht über das Vorkommen von n-Alkanen in Organismen gibt Tab.<br />
2.6.1.<br />
Natürliche Schwankungen von Verteilungsmustern <strong>der</strong> n-Alkane in höheren Pflanzen<br />
können charakteristische Gemeinsamkeiten gleicher Pflanzenarten verdecken.<br />
Tab. 2.6.1: Vorkommen <strong>der</strong> n-Alkane in Organismen (Poynter, 1989).<br />
Organismus<br />
Dominante Ungeradzahlige Kohlenstoffzahl Verteilung<br />
Kohlenstoffzahl Bevorzugung bereich<br />
Phototrophe Bakterien C 17 , C 26 niedrig 14-29 bimodal<br />
Nicht-phototrophe<br />
C 17 , C 25 niedrig 15-29 bimodal<br />
Bakterien<br />
Pilze C 29 25-29 unimodal<br />
Braunalgen C 15 niedrig 13-26 unimodal<br />
Zooplankton C 18 , C 24 niedrig 18-34<br />
20-28<br />
uni- o<strong>der</strong><br />
bimodal<br />
Höhere Pflanzen C 27 , C 29 , C 31 hoch 20-37 unimodal<br />
24
GRUNDLAGEN<br />
- Wachstumsbedingte Variabilität <strong>der</strong> n-Alkanverteilungsmuster von Pflanzen<br />
Unterschiede in den n-Alkanverteilungsmustern <strong>der</strong>selben Pflanzenart können vor allem auf<br />
das unterschiedliche Alter des sich in <strong>der</strong> Vegetationsperiode befindlichen Pflanzenmaterials<br />
zurückgeführt werden. Ergebnisse von Gülz und Boor (1992) zeigen ein mit dem<br />
Wachstumsstadium (und entsprechen<strong>der</strong> Jahreszeit) variierendes Verteilungsmuster <strong>der</strong><br />
n-Alkane für die Blätter <strong>der</strong> Stieleiche: Im April liegt das Maximum beim C 29 -Alkan (knapp<br />
vor C 27 und C 25 ), im Mai wechselt es zum C 25 -Alkan (vor C 27 und C 29 ) und im August<br />
herrscht dann das C 27 -Alkan vor (etwas deutlicher vor C 25 und C 29 ). Behrens (1996) fand<br />
ebenso deutlich höhere Anteile <strong>der</strong> kürzeren Homologen n-C 23 H 48 und n-C 25 H 52 in frischen<br />
Blättern <strong>der</strong> Moorbirke, die im Frühling gesammelt wurden (Abb. 2.6.1).<br />
Ko nzen tr ation [ µ g/g TG]<br />
nz entr ati on [µg/g TG ]<br />
Ko<br />
80<br />
70<br />
60<br />
50<br />
40<br />
30<br />
20<br />
10<br />
M oorbirke, Herbst (Betula pubescens)<br />
Behrens (1996)<br />
0<br />
21 23 25 27 29 31 33 35<br />
Moorbirke, Frühling (Betula pubescens)<br />
Behrens (1996)<br />
30<br />
25<br />
20<br />
15<br />
10<br />
5<br />
0<br />
21 23 25 27 29 31 33 35<br />
Kohlenstoffzahl<br />
Aus <strong>der</strong> Variation <strong>der</strong> Verteilungsmuster in den<br />
verschiedenen Wachstumsstadien ist klar ersichtlich, dass<br />
ein Vergleich <strong>der</strong> n-Alkanverteilungsmuster von Blattmaterial<br />
mit Sedimenten nur dann sinnvoll ist, wenn das<br />
Laub <strong>der</strong> Bäume schon abgeworfen wurde und das zu<br />
untersuchende Pflanzenmaterial vom Boden stammt. Erst<br />
dieses reife Material enthält die Lipide, die von <strong>der</strong><br />
Pflanze stammend in das Sediment eingetragen werden,<br />
und ermöglicht Rückschluss auf eine Sediment-Pflanze-<br />
Beziehung.<br />
Abb. 2.6.1: n-Alkanverteilungsmuster des Herbstlaubs bzw. des Frühlingslaubs <strong>der</strong> Moorbirke<br />
(Behrens, 1996).<br />
- n-Alkane als Klimaindikator<br />
a) Poynter (1989) führte als Indikator für klimatische Än<strong>der</strong>ungen in <strong>der</strong> Kohlenstoffzahlverteilung<br />
den ACL 27-31 -Index (Average Chain Length) ein, <strong>der</strong> die n-Alkane<br />
n-Heptacosan, n-Nonacosan und n-Hentricontan berücksichtigt und ein relatives Maß für die<br />
Kettenlängenverteilung darstellt. Der von Hinrichs (1997) modifizierte Index berücksichtigt<br />
zusätzlich zu den oben angeführten n-Alkanen die Verbindung n-Tritriacontan, die<br />
charakteristisch für Hochmoorvegetation ist und daher für diese Arbeit von großer Bedeutung<br />
ist. Die modifizierte Gleichung lautet somit:<br />
25
GRUNDLAGEN<br />
ACL 27-33 = 27 [n-C 27H 56 ] + 29 [n-C 29 H 60 ] + 31 [n-C 31 H 64 ] + 33 [n-C 33 H 68 ]<br />
[n-C 27 H 56 ] + [n-C 29 H 60 ] + [n-C 31 H 64 ] + [n-C 33 H 68 ]<br />
(Gl. 1)<br />
Dieser Parameter wurde für marine Sedimente entwickelt und spiegelt die Herkunft des<br />
terrestrischen organischen Materials im Sediment wi<strong>der</strong>, da Blattwachse höherer<br />
Landpflanzen von langkettigen n-Alkanen mit ungera<strong>der</strong> Kohlenstoffzahl im Bereich von C 27 ,<br />
C 29 und C 31 dominiert werden (Eglinton und Hamilton, 1967; Brassell et al., 1978). Ihm liegt<br />
die Annahme zugrunde, dass mit einer Verän<strong>der</strong>ung <strong>der</strong> Vegetation eine Verschiebung <strong>der</strong><br />
dominierenden Kohlenstoffzahl einhergeht, die z.B. klimatische Ursachen hat. Simoneit<br />
(1977) und Gagosian et al. (1987) beobachteten eine Korrelation zwischen <strong>der</strong> Kettenlänge<br />
<strong>der</strong> n-Alkane in Aerosolproben und zunehmen<strong>der</strong> Äquatornähe <strong>der</strong> Probenlokation. Mit<br />
abnehmen<strong>der</strong> Entfernung des Probenstandorts vom Äquator und wärmer werdenden<br />
klimatischen Bedingungen war ein Ansteigen <strong>der</strong> Kettenlänge <strong>der</strong> n-Alkane zu verzeichnen.<br />
Würden bestimmte Pflanzen n-Alkane bestimmter Kettenlängen bilden, weil sie sich<br />
an das Klima bzw. das saisonale Wetter anpassen, würde das bedeuten, das die gleiche<br />
Pflanzenart bei unterschiedlichen Temperaturen unterschiedliche Kettenlängen <strong>der</strong> n-Alkane<br />
bevorzugt bilden müsste. In Klima- bzw. Vegetationsperioden mit hoher Temperatur müssten<br />
längere Ketten gebildet werden als in Perioden kühlerer Temperatur. Diese Annahmen lassen<br />
sich durch Beobachtungen an höheren Landpflanzen bisher nicht bestätigen. So beobachteten<br />
bereits Cranwell et al. (1973) höhere durchschnittliche Kettenlängen <strong>der</strong> n-Alkane in<br />
trockenen Grassavannen im Vergleich zu Pflanzen aus den ebenso heißen und feuchten<br />
Regenwäl<strong>der</strong>n Afrikas. Die deutlich unterschiedlichen hydrologischen Standortfaktoren<br />
blieben in dieser Studie allerdings unbeachtet.<br />
b) Das bei einigen Torfmoosarten (Sphagnum recurvum, S. papillosum, S. palustre; u.a.<br />
Nott et al., 2000) im Verteilungsmuster dominierende C 23 -n-Alkan nutzten Nott et al. (2000),<br />
um in Teufenprofilen von ombrotrophen Hochmoortorfen klimatische Schwankungen sichtbar<br />
zu machen. Sie setzen den Gehalt des C 23 -n-Alkans ins Verhältnis zum Gehalt des C 31 -<br />
n-Alkans. Schwankungen des Verhältniswertes können zum einen die Abundanz <strong>der</strong><br />
Torfmoose im Vergleich zu an<strong>der</strong>en höheren Landpflanzen und zum an<strong>der</strong>en den Wechsel<br />
von Torfmoosarten innerhalb von Sphagnum-dominierten Ablagerungen wi<strong>der</strong>spiegeln (bei<br />
an<strong>der</strong>en Sphagnum-Arten dominiert das C 31 -n-Alkan: S. magellanicum, S. capillifolium,<br />
S. cuspidatum; Nott et al., 2000). Eine Verän<strong>der</strong>ung von niedrigen zu hohen Verhältniswerten<br />
innerhalb einer Sphagnum-Sequenz interpretierten Nott et al. (2000) als einen Wechsel <strong>der</strong><br />
26
GRUNDLAGEN<br />
n-C 31 H 64 - zu n-C 23 H 48 -dominierten Torfmoosarten. Dieser Wechsel korreliert mit einem<br />
kühler werdenden Klima (Barber et al., 1994; Nott et al., 2000).<br />
- n-Alkane als Vegetationsindikator<br />
c) Cranwell (1973) korrelierte einen Wechsel von C 27 - bzw. C 29 -dominierten<br />
n-Alkanverteilungsmustern zu C 31 -n-Alkan-dominierten Verteilungsmustern in Seesedimenten<br />
anhand von Pollendaten mit einem Wechsel <strong>der</strong> Vegetation, die den See umgibt. Baumvegetation<br />
bildet die kürzeren n-Alkane (C 27 , C 29 ), wogegen (ombrotrophe) Moorvegetation<br />
die längerkettige homologe Verbindung bildet (C 31 ).<br />
d) Ficken et al. (2000) untersuchten die n-Alkanverteilung aquatischer Pflanzen in<br />
Süßwasserseen Ostafrikas. Dabei stellten sie signifikante Unterschiede bei den<br />
n-Alkanverteilungsmustern <strong>der</strong> verschiedenen Vegetationszonen <strong>der</strong> Seen fest. Während die<br />
an den Seeufern vorkommenden Sumpfpflanzen ein für terretrische Vegetation typisches<br />
n-Alkanverteilungsmuster mit einem Maximum beim n-Nonacosan aufweisen, zeigen die<br />
Schwimm- und Unterwasserpflanzen ein Maximum beim n-C 23 o<strong>der</strong> n-C 25 . Um den Eintrag<br />
von unterschiedlichem Pflanzenmaterial in die Seesedimente abzuschätzen, wurde ein<br />
n-Alkan-Parameter entwickelt, <strong>der</strong> den Anteil an Schwimm- und Unterwasserpflanzen und<br />
<strong>der</strong> terrestrischen Vegetation berücksichtigt.<br />
P aq = (C 23 +C 25 ) / (C 23 +C 25 +C 29 +C 31 ) (Gl. 2)<br />
Für terrestrische Vegetation werden im Mittel Werte von 0,1 angegeben, für im Wasser<br />
stehende Sumpfpflanzen Mittelwerte von 0,25 und für Schwimm- und Unterwasserpflanzen<br />
Mittelwerte von etwa 0,7.<br />
e) Pancost et al. (2002) hingegen untersuchten die n-Alkanverteilungsmuster von einigen<br />
Torfmoosen (Sphagnum sp.) und an<strong>der</strong>en Hochmoorpflanzen (meist Ericaceaen) und leiteten<br />
daraus einen Verhältniswert ab, anhand dessen sich <strong>der</strong> Anteil an Torfmoosen innerhalb eines<br />
Hochmoortorfprofils abschätzen lässt. Es wurde eine signifikante Anreicherung an n-C 23 in<br />
den analysierten Torfmoosen gefunden. Demgegenüber steht ein erhöhter Gehalt an n-C 31 in<br />
den an<strong>der</strong>en Hochmoorpflanzen (Ericaceaen). Der Verhältniswert n-C 23 /n-C 31 korrelierte<br />
innerhalb des untersuchten Torfprofils mit dem Vorkommen an Torfmoosen. Er kann<br />
allerdings nur als qualitativer Parameter verwendet werden, da er den wechselnden Anteil an<br />
Torfmoosen im Profil nur unzureichend reflektiert.<br />
27
Bruchwaldtorfe<br />
n-C 29<br />
Schilftorfe<br />
Nie<strong>der</strong>moor<br />
GRUNDLAGEN<br />
f) Köller (1998) zeigte, dass mit Hilfe eines n-Alkandreiecksdiagramms, in dem jeweils<br />
<strong>der</strong> Relativanteil des C 27 -, C 29 - und C 31 -n-Alkans aufgetragen ist, eine generelle Unterscheidung<br />
von Nie<strong>der</strong>moor- und Hochmoorvegetation bzw. <strong>der</strong> aus ihnen hervorgegangenen<br />
Torfe möglich ist. Innerhalb <strong>der</strong> Nie<strong>der</strong>-moortorfe können vielfach Bruchwald-torfe und<br />
Schilftorfe voneinan<strong>der</strong> unterschieden<br />
werden (Abb. 2.6.2; Köller, 1998).<br />
Eigene Vorarbeiten an Torfproben aus dem<br />
Spiekerooger Rückseitenwatt bestätigen<br />
das hohe chemotaxonomische Potential <strong>der</strong><br />
n-Alkane. Die geochemische<br />
Charakterisierung <strong>der</strong> pflanzlichen<br />
Zusammensetzung<br />
unterschiedlichster<br />
Torfproben erlaubt eine sichere<br />
Unterscheidung von Hochmoor- und<br />
Nie<strong>der</strong>moortorfen. Diese Ergebnisse wurden<br />
von parallel durchgeführten botanischen<br />
Großrestanalysen <strong>der</strong> Torfe bestätigt (Wöstmann, 2000).<br />
Hochmoor<br />
Hochmoortorfe<br />
n-C 27 n-C 31<br />
Abb. 2.6.2: n-Alkandreiecksdiagramm zur<br />
Differenzierung verschiedener Torfarten<br />
(Köller, 1998).<br />
g) Eine markante Erhöhung des C 24 -n-Alkangehalts wurde sowohl in Schilfrhizomen<br />
(Behrens, 1996; Freese, 2001) als auch in zahlreichen Schilftorfen nachgewiesen (Köller,<br />
1998; Wöstmann, 2000; Köller 2002). Das n-Alkanverteilungsmuster <strong>der</strong> Schilfrhizome<br />
führte zur Entwicklung eines Phragmites Peat Indikators (PPI), <strong>der</strong> die ungewöhnliche, aber<br />
signifikante Anreicherung des n-C 24 -Alkans in Torfen, die Schilfpflanzenreste enthalten,<br />
charakterisiert (Köller, 2002). Er basiert auf <strong>der</strong> Auswertung von 54 Torfproben<br />
Nordwestdeutschlands mit und ohne Schilfanteil und ergab, dass ein PPI >5% einen<br />
nachweisbaren Schilfanteil im Torf anzeigt und Werte >10% sehr reinen Schilftorfen zugeordnet<br />
werden können.<br />
8<br />
n-Alkane Schilfrhizome (Behrens, 1996)<br />
n-Alkane Schilftorf TP2 (Wöstmann, 2000)<br />
6<br />
50<br />
n-Alkane Schilftorf Hp 8,02 ( Köller, 2002)<br />
µg/g TG<br />
6<br />
4<br />
2<br />
µg/g TOC<br />
5<br />
4<br />
3<br />
2<br />
1<br />
µg/g TOC<br />
40<br />
30<br />
20<br />
10<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
Anzahl <strong>der</strong> C-Atome<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
Anzahl <strong>der</strong> C-Atome<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
Anzahl <strong>der</strong> C-Atome<br />
Abb. 2.6.3: n-Alkanverteilungsmuster in Schilfrhizomen und Schilftorfen.<br />
28
GRUNDLAGEN<br />
Werte >12% deuten sogar auf eine relative Anreicherung <strong>der</strong> n-Alkane mit 23, 24 und 25<br />
Kohlenstoffatomen hin. Dies könnte als Hinweis auf eine bakterielle Aktivität gewertet<br />
werden, die nach <strong>der</strong> Ablagerung <strong>der</strong> Pflanzen die genannten n-Alkane, das C 24 -n-Alkan<br />
sogar bevorzugt, weiter produzieren. Ein Abbau <strong>der</strong> längerkettigen (C 26 – C 33 ) zu den<br />
kürzerkettigen (C 23 – C 25 ) n-Alkanen wird diskutiert, da die Gesamtgehalte <strong>der</strong> n-Alkane<br />
verschiedener Schilftorfproben in ähnlichen Konzentrationsbereichen liegen (s. Abb. 2.6.3).<br />
Der PPI errechnet sich nach folgen<strong>der</strong> Gleichung (3):<br />
[ n − C<br />
24H<br />
50<br />
]<br />
PPI [%] =<br />
Σ aller n - Alkangehal te (<strong>der</strong> Alkane mit 21 bis 35 C -<br />
* 100<br />
Atomen)<br />
(3)<br />
h) Rommerskirchen (2006) verwendete die charakteristischen Unterschiede in <strong>der</strong><br />
Verteilung <strong>der</strong> n-Alkane in Sedimenten des Kongo-Beckens, um den Anteil von C 4 -Pflanzen<br />
am organischen Material zu bestimmen. Unter <strong>der</strong> Annahme, dass Faktoren wie Temperatur,<br />
Nie<strong>der</strong>schlagsmenge und CO 2 -Partialdruck <strong>der</strong> Atmosphäre die n-Alkanverteilung in den<br />
Blattwachsen von C 3 - und C 4 -Pflanzen gleichermaßen beeinflussen, wurde aus <strong>der</strong><br />
durchschnittlichen Kettenlänge (ACL 27 - 33 ) folgende Gleichung für die Abschätzung des<br />
Anteils von C 4 -Pflanzen am organischen Material entwickelt.<br />
C 4 [%] = 37,5 * (ACL 27-33 – 29,9) (Gl. 4)<br />
Die Ergebnisse wurden von Pla<strong>der</strong> (2005) und Vogts (2006) durch die Analyse<br />
verschiedenster C 3 - und C 4 -Gräser bestätigt. Die Blattwachsalkane <strong>der</strong> untersuchten C 4 -<br />
Gräser zeichneten sich durch höhere ACL-Werte und ein Maximum beim n-C 31 -Alkan aus,<br />
während in den C 3 -Gräsern hohe Anteile des n-C 29 -Alkans festgestellt wurden.<br />
Entgegen <strong>der</strong> Behauptung von Collister et al. (1994), dass n-Alkanverteilungsmuster<br />
nicht zu einer grundlegenden Unterscheidung z.B. von Moos-, Farn- und Samenpflanzen o<strong>der</strong><br />
<strong>der</strong> Differenzierung von C 3 -, C 4 - und CAM-Pflanzen dienen, können sich aus<br />
n-Alkanverteilungen pflanzenartenspezifische bzw. sogar pflanzenartenübergreifende<br />
Charakteristika ergeben, die paläochemotaxonomisch eingesetzt werden können (z.B.<br />
Cranwell, 1973; Behrens, 1996; Nott et al., 2000; Köller 2002).<br />
29
GRUNDLAGEN<br />
2.6.2 N-ALKAN-2-ONE (METHYLKETONE)<br />
Methylketone treten als Bestandteile <strong>der</strong> Blattwachse auf (Vioque et al., 1996) und kommen<br />
ebenfalls in Böden und Torfen vor (Morrison und Bick, 1966; Lehtonen und Ketola, 1990).<br />
Obwohl die Ergebnisse von Köller (1998) zeigen, dass eine Unterscheidung von Nie<strong>der</strong>- und<br />
Hochmoortorfen anhand des Verteilungsmusters möglich sein könnte (ein Maximum beim<br />
C 29 -Methylketon trat bei Nie<strong>der</strong>moortorfen, ein Maximum beim C 27 -Methylketon bei<br />
Hochmoortorfen auf), lieferten weitergehende Untersuchungen an verdrifteten Torfen<br />
(Wöstmann, 2000) keine Übereinstimmung hinsichtlich des Verteilungsmusters bzw.<br />
Maximums in Beziehung zum Pflanzenmaterial.<br />
2.6.3 N-FETTSÄUREN<br />
n-Fettsäuren wurden in torfbildenden Pflanzen und Torfen im Kohlenstoffzahlbereich von C 14<br />
bis C 32 detektiert (Lehtonen und Ketola, 1993; Gramberg, 1995; Rautenberg, 1997; Ficken et<br />
al., 1998; Köller, 1998; Wöstmann, 2000). Das chemotaxonomische Potential für diese<br />
Verbindungsklasse wird als gering angesehen, da die Verteilungsmuster keine<br />
charakteristischen Merkmale aufweisen (Köller, 1998). Ein erhöhter Gehalt <strong>der</strong> C 20 -<br />
n-Fettsäure könnte auf den Eintrag durch Schilfrhizome zurückgeführt werden (Wöstmann,<br />
2000; Freese, 2001). Da diese Fettsäure aber auch in Torfen ohne Schilfeintrag in<br />
signifikanten Konzentrationen vorkommt (Köller, 1998), ist eine paläochemotaxonomische<br />
Verknüpfung zum Schilfrohr nicht eindeutig nachvollziehbar.<br />
2.6.4 ω-HYDROXYCARBONSÄUREN<br />
Untersuchungen an torfbildenden Pflanzen und Torfen zeigten ein Vorkommen <strong>der</strong><br />
Cutinsäuren mit Kettenlängen von C 16 bis C 28 in den unterschiedlichsten Proben ohne<br />
charakteristische Verteilungen, so dass den Verbindungen kein chemotaxonomisches<br />
Potential zur Unterscheidung verschiedener Torfarten zugrunde liegt (Lehtonen und Ketola,<br />
1993; Köller, 1998; Wöstmann, 2000; Freese, 2001).<br />
2.6.5 PRIMÄRE N-ALKOHOLE<br />
n-Alkohole kommen in torfbildenden Pflanzen und Torfen in homologer Reihe mit<br />
Kohlenstoffzahlen von C 14 bis C 32 vor (Lehtonen und Ketola, 1993; Gramberg, 1995;<br />
30
GRUNDLAGEN<br />
Rautenberg, 1997; Ficken et al., 1998; Köller, 1998; Wöstmann, 2000). Eine Dominanz des<br />
C 22 n-Alkohols wurde für verschiedene Pflanzen bzw. Pflanzenteile (Schilfrhizome,<br />
Birkenblätter; Behrens, 1996) und verschiedene Torfe (Hoch- und Nie<strong>der</strong>moortorfe; Köller,<br />
1998) festgestellt. Langkettige n-Alkohole haben ein sehr geringes paläochemotaxonomisches<br />
Potential.<br />
2.6.6 SEKUNDÄRE N-ALKOHOLE<br />
Der sekundäre Alkohol Nonacosan-10-ol ist nach Gülz (1994) eine Art evolutionärer<br />
Biomarker. Dieser Alkohol kommt in allen Blattwachsen <strong>der</strong> von Gülz (1994) beschriebenen<br />
Gymnospermenarten (2 Pinus sp., 3 Picea sp., 2 Abies sp., 1 Juniperus sp.) vor und ist<br />
ebenfalls im Blattwachs des Gingko biloba vorhanden. Letztere Pflanzenart gehört zu <strong>der</strong><br />
Pflanzenklasse <strong>der</strong> Ginkgoatae, die etwa zur gleichen Zeit im Devon (Paläozoikum) vor ca.<br />
360 Mio. Jahren auftrat wie die nacktsamenden Pflanzen, die Klasse <strong>der</strong> Pinatae.<br />
Angiospermen werden in die Klassen <strong>der</strong> Monocotyledoneae (Einkeimblättrige<br />
Bedecktsamer, Magnoliatae) bzw. Dicotyledoneae (Zweikeimblättrige Bedecktsamer,<br />
Liliatae) unterteilt und traten erst in <strong>der</strong> Kreide (Mesozoikum) vor ca. 100 Mio. Jahren auf<br />
(von Denffer et al., 1978; Gülz, 1994; Stanley, 1994). In den Blattwachsen aller von Gülz<br />
(1994) genannten Angiospermen (Tilia sp., Liriodendron sp., Quercus sp., Castanea sp.,<br />
Fagus sp.) findet sich Nonacosan-19-ol nicht wie<strong>der</strong>.<br />
Das Vorkommen von Gymnospermen in nordwestdeutschen Torfen beschränkt sich<br />
auf den Heide-Wachhol<strong>der</strong> (Juniper communis), den Gagelstrauch (Myrica gale) und wenige<br />
Kiefernarten (Pinus sp.), die in Übergangs- bzw. Hochmooren zu finden sind (Grosse-<br />
Brauckmann, 1996). Untersuchungen an unterschiedlichen Torfen haben gezeigt, dass<br />
sekundäre Alkohole nur mit mittelständiger Hydroxylfunktion im Kohlenstoffzahlbereich von<br />
C 23 bis C 31 vor allem in Schilf- bzw. Seggentorfen vorkommen (Gramberg, 1995; Köller,<br />
1998; Wöstmann, 2000). Eine Beziehung zu einem Eintrag von nacktsamenden Pflanzen o<strong>der</strong><br />
zu an<strong>der</strong>en Eintragsquellen konnte nicht hergestellt werden (Köller, 1998; Wöstmann, 2000).<br />
2.6.7 STEROIDE<br />
Die zu den Triterpenoiden gehörenden Steroide kommen in allen Pflanzen vor, wo ihnen z.B.<br />
als Membranbestandteile (Goodwin und Mercer, 1972) o<strong>der</strong> Hormone (Heftmann, 1975)<br />
große Bedeutung zugemessen wird. Sie variieren in <strong>der</strong> Zahl ihrer Kohlenstoffatome (für<br />
31
GRUNDLAGEN<br />
Landpflanzen in <strong>der</strong> Regel C 27 -C 30 mit einer starken Dominanz bei C 29 , den sog.<br />
Phytosterolen) und besitzen ein tetracyclisches Grundgerüst mit einer Seitenkette. Das in<br />
höheren Landpflanzen dominierende β-Sitosterol (24-Ethylcholest-5-en-3β-ol; Struktur s.<br />
Abb. 2.6.4) wird auch in Epicuticularwachsen angetroffen (Gülz, 1994).<br />
HO<br />
1<br />
A<br />
19<br />
10<br />
9<br />
11<br />
B<br />
C<br />
3 5 7<br />
13<br />
14<br />
21<br />
17<br />
D<br />
22<br />
20 23<br />
28<br />
24<br />
β-Sitosterol<br />
24-Ethylcholest-5-en-3β-ol<br />
Abb. 2.6.4: Struktur des am<br />
weitesten verbreiteten Phytosterols.<br />
18<br />
15<br />
29<br />
25<br />
27<br />
26<br />
Die Mehrzahl <strong>der</strong> pflanzlichen tetracyclischen<br />
Steroide leiten sich von Cycloartenol (9β,19-<br />
Cyclolanost-24-en-3β-ol) ab, welches aus Squalenepoxid<br />
entsteht und 30 Kohlenstoffatome besitzt<br />
(Amelingmeier, 1999; Vostrowsky, 2000). Die in<br />
torfbildenden Pflanzen und Torfen detektierten<br />
Steroide zeigen keine charakteristische<br />
Verteilung: β-Sitosterol dominiert deutlich, z.T. zusammen<br />
mit dem gesättigten 24-Ethylcholestan-3β<br />
-ol, vor an<strong>der</strong>en Steroidalkoholen wie z.B. Cycloartenol, Campesterol (C 28 : 24-Methylcholest-5-en-3β-ol)<br />
o<strong>der</strong> Cholesterin (C 27 : Cholest-5-en-3β-ol) und ihren gesättigten Analoga.<br />
Als einziges Keton wurde in Torfen das zweifach ungesättigte 24-Ethyl-5α-cholesta-3,5-dien-<br />
7-on gefunden, allerdings konnte ebenfalls kein chemotaxonomischer Bezug festgestellt<br />
werden. Die relative Zusammensetzung <strong>der</strong> Steroide konnte keinen genaueren Hinweis auf<br />
einen spezifischen Eintrag von Pflanzenmaterial geben (Gramberg, 1995; Behrens, 1996;<br />
Rautenberg, 1997; Köller, 1998; Wöstmann, 2000; Freese, 2001).<br />
2.6.8 PENTACYCLISCHE TRITERPENOIDE<br />
Die ebenfalls aus Squalenepoxid hervorgehenden, allerdings fast ausschließlich 30<br />
Kohlenstoffatome zählenden pentacyclischen Triterpenoide mit einer Sauerstofffunktion an<br />
C-3 werden vor allem in Pflanzensäften (Harze und Milchsäfte), aber auch als Bestandteile<br />
von Cuticularwachsen überwiegend <strong>der</strong> höheren Pflanzen angetroffen (Karrer, 1976; Tulloch,<br />
1976; Gülz, 1994; Bianchi, 1995; Amelingmeier, 1999). Die wichtigsten <strong>der</strong> zahlreichen<br />
Verbindungen lassen sich aufgrund ihres Kohlenstoffgrundgerüsts grob in vier Gruppen<br />
unterteilen: 1. Oleanan-, 2. Ursan-, 3. Lupan- und 4. Friedelan<strong>der</strong>ivate (Karrer, 1976; s.a.<br />
Abb. 2.6.5). In Blattwachsen liegen sie meistens als Triterpenoidalkohol, -keton, -aldehyd<br />
o<strong>der</strong> -säure vor, wobei die Alkohole z.T. mit langkettigen Fettsäuren o<strong>der</strong> <strong>der</strong> Essigsäure<br />
verestert sind (Gülz, 1994; Bianchi, 1995). Des weiteren können sie in <strong>der</strong> Pflanze als<br />
Glykoside o<strong>der</strong> Saponine gebunden vorliegen (Karrer, 1976).<br />
32
GRUNDLAGEN<br />
29<br />
30<br />
30<br />
HO<br />
1<br />
A<br />
H<br />
B<br />
C<br />
11<br />
25 26<br />
9<br />
10<br />
3 5 7<br />
13<br />
14<br />
27<br />
20<br />
19 21<br />
H<br />
D<br />
17<br />
E<br />
22<br />
28<br />
HO<br />
H<br />
29<br />
H<br />
23<br />
24<br />
β-Amyrin<br />
Olean-12-en-3β-ol<br />
(>300)<br />
29<br />
α-Amyrin<br />
Urs-12-en-3β-ol<br />
(150)<br />
30<br />
H<br />
20<br />
19 21<br />
22<br />
H<br />
28<br />
H H H<br />
HO<br />
H<br />
Lupeol<br />
Lup-20(29)-en-3β-ol<br />
(80)<br />
O<br />
23<br />
24<br />
Friedelin<br />
Friedelan-3-on<br />
(50)<br />
Abb. 2.6.5: Vier Vertreter <strong>der</strong> am häufigsten vorkommenden Gruppen <strong>der</strong> pentacyclischen<br />
Triterpenoide. In Klammern ist die Anzahl <strong>der</strong> nach Breitmaier (1999) bekannten<br />
in Pflanzen vorkommenden Derivate angegeben.<br />
In ihrer jeweiligen Form können pentacyclische Triterpenoide charakteristisch für bestimmte<br />
Pflanzenfamilien, -gattungen o<strong>der</strong> sogar -arten sein (Hegnauer, 1962; Karunen et al., 1983;<br />
Bianchi, 1995). Betulin (Lup-20(29)-en-3β,28-diol) ist eine farblose Verbindung, die vor<br />
allem in Rinden <strong>der</strong> Birkengewächse (Gattung Betulaceae: Birkenarten, Betula sp., und<br />
Erlenarten, Alnus sp.) vorkommt (Hegnauer, 1962). β-Amyrin (Olean-12-en-3β-ol) ist ein<br />
weit verbreitet vorkommen<strong>der</strong> Triterpenoidalkohol und hat z.B. als Acetat im Blattwachs <strong>der</strong><br />
Silberlinde (Tilia tomentosa) einen Anteil von 49% bezogen auf die extrahierbaren<br />
Wachsbestandteile (Gülz, 1994). Das ebenfalls sehr weit verbreitete Keton Friedelin<br />
(Friedelan-3-on) wie<strong>der</strong>um ist z.B. Hauptbestandteil des Korks <strong>der</strong> Korkeiche (Quercus<br />
suber; Amelingmeier, 1999).<br />
Geson<strong>der</strong>t betrachtet werden die pentacyclischen Triterpenoide des Hopan-Typs, da<br />
diese in erster Linie bakteriellen Ursprungs sind. Sie besitzen einen fünfgliedrigen E-Ring<br />
1<br />
A<br />
11<br />
25<br />
B<br />
C<br />
E<br />
9<br />
14<br />
D<br />
29<br />
OH<br />
OH<br />
10 H<br />
3 5<br />
7<br />
23<br />
13<br />
26<br />
19<br />
20<br />
17<br />
28<br />
21<br />
Bakteriohopantetrol<br />
(pentakishomo-Hopan-32,33,34,35-tetraol)<br />
t ishomohopa -32, ,34,35-tetraol)<br />
24<br />
27<br />
OH<br />
OH<br />
30<br />
32<br />
34<br />
22<br />
31<br />
33<br />
35<br />
Abb. 2.6.6: Struktur von Bakteriohopantetrol.<br />
und bei einer Kohlenstoffzahl über 30 eine<br />
Seitenkette an C-22. Sie werden wegen ihrer<br />
Abstammung von Verbindungen wie<br />
Bakteriohopantetrol (Abb. 2.6.6), das die<br />
Fluidität in bakteriellen Zellmembranen<br />
kontrolliert, auch als Bakteriohopanoide<br />
bezeichnet (Ourisson et al., 1979). Die<br />
33
GRUNDLAGEN<br />
Biohopanoide <strong>der</strong> Eukaryoten mit sauerstoffhaltiger funktioneller Gruppe am C-Atom 3 treten<br />
in einigen Familien höherer Pflanzen auf. Weiterhin kommen sie ohne funktionelle Gruppe<br />
am C-Atom 3 in Kryptogamen wie Farnen, Moosen und Flechten vor (Ourisson et al., 1979;<br />
1987). Hopanoide mit mehr als 30 Kohlenstoffatomen werden ausschließlich von Bakterien<br />
synthetisiert und sind somit Biomarker, die eindeutig zugeordnet werden können (Ourisson et<br />
al., 1979).<br />
Die Arbeit von Köller (2002) zeigt, dass gerade den pentacyclischen Triterpenoiden<br />
(ohne Hopan-Typ) ein sehr großes paläochemotaxonomisches Potential zugeschrieben werden<br />
kann. Auf <strong>der</strong> Basis eines Bruchwaldtorfindikators (WPI, Wood Peat Indikator), <strong>der</strong> auf das<br />
Vorkommen <strong>der</strong> Triterpenoide Lupenon (e), Lupanon (f), Glutinon (g), Lupeol (E), Lupanol<br />
(F), Betulin (J) und eines unbekannten Triterpenoidalkohols (U6) basiert, können Holzanteile<br />
<strong>der</strong> Birke und Schwarzerle in Torfen sicher nachgewiesen werden.<br />
WPI [%]<br />
([e] + [f] + [g] + [E] + [F] + [U6] + [J])<br />
=<br />
Σ aller quantifizierten pentacyclischen Triterpenoidketone und -alkohole<br />
*100 (5)<br />
Eine paläochemotaxonomische Abgrenzung <strong>der</strong> Bruchwaldvegetation von <strong>der</strong> triterpenoidreichen<br />
Hochmoorvegetation ist durch die Anwendung des Hochmoortorfindikators (BPI,<br />
Bog Peat Indikator) möglich (Köller, 2002), <strong>der</strong> die Anreicherung charakteristischer<br />
Triterpenoide typischer Hochmoorpflanzen umfasst (Friedelin, epi-Taraxerol und die<br />
unbekannten Triterpenoidketone u1 und u2 sowie die unbekannten Triterpenoidalkohole U3<br />
und U4).<br />
BPI [%]<br />
Σ<br />
([u1] + [h] + [u2] + [A<br />
=<br />
α<br />
] + [U3] + [U4])<br />
aller quantifizierten pentacyclischen Triterpenoidketone und -alkohole<br />
*100<br />
(6)<br />
2.7 DIAGENESE VON BIOMARKERN<br />
Das <strong>der</strong> Arbeit zugrunde liegende Probenmaterial hat ein Maximalalter von weniger als<br />
10.000 Jahren. Es ist mit diagenetischen Umwandlungsprozessen zu rechnen, die auch einen<br />
Einfluss auf die genannten Biomarker und ihren Informationsgehalt haben können. Die<br />
Diagenese hängt ebenso stark von den Ablagerungsbedingungen wie von <strong>der</strong> Struktur <strong>der</strong><br />
Biomarker ab. Um beides zusammenhängend darstellen zu können, werden die beobachteten<br />
diagenetischen Verän<strong>der</strong>ungen des organischen Materials im Ergebnisteil erörtert.<br />
34
GRUNDLAGEN<br />
2.8 STABILE KOHLENSTOFFISOTOPE<br />
Isotope sind Elemente mit gleicher Protonenzahl und unterschiedlicher Neutronenzahl und<br />
unterscheiden sich geringfügig hinsichtlich ihrer physikalischen und chemischen<br />
Eigenschaften (Amelingmeier, 1999). In <strong>der</strong> Natur treten drei Isotope des Elements<br />
Kohlenstoff auf: 12 C, 13 C und 14 C. Zwei davon, 12 C und 13 C, sind stabil. Natürlich<br />
vorkommen<strong>der</strong> Kohlenstoff besteht zu über 98% aus dem Isotop 12 C. Durch die unterschiedlichen<br />
Eigenschaften <strong>der</strong> Isotope kommt es bei Phasenübergängen und beim Transport von<br />
CO 2 in Zellen sowie bei chemischen Umwandlungsreaktionen vor allem bei <strong>der</strong><br />
Photosynthese zur Isotopenfraktionierung. Ein Unterschied im Verhältniswert von 13 C/ 12 C<br />
wird durch den δ 13 C-Wert ausgedrückt (s.a. Kap. 4.3.6).<br />
Pflanzenmetabolismus und -umgebung beeinflussen die Abreicherung des 13 C-Isotops<br />
unterschiedlich, so dass für Pflanzen anhand ihres δ 13 C-Werts ein Biosyntheseweg erkannt<br />
werden kann (u.a. Ben<strong>der</strong>, 1971; O'Leary, 1981).<br />
Tab. 2.8.1: δ 13 C-Werte für Pflanzen mit unterschiedlichem Metabolismus (Schidlowski, 1987)<br />
Metabolismus δ 13 C-Wert typische Vertreter<br />
C 3 (Calvin-Zyklus) –23‰ bis –34‰ Zuckerrübe<br />
C 4 (Hatch-Slack-Zyklus) –6‰ bis –23‰ Mais, Zuckerrohr<br />
CAM –10‰ und –33‰ Sukkulenten<br />
Unterschiede in den Kohlenstoffisotopenverhältniswerten verschiedener torfbilden<strong>der</strong><br />
Pflanzen und Pflanzenteile sind gering, da es sich i.d.R. um C 3 -Pflanzen handelt (Behrens,<br />
1996). Eine Differenzierung <strong>der</strong> bisher im ICBM untersuchten torfbildenden Pflanzen ist<br />
we<strong>der</strong> anhand <strong>der</strong> δ 13 C-Werte des organischen Gesamtkohlenstoffs noch einzelner<br />
Verbindungsklassen o<strong>der</strong> Verbindungen möglich (Behrens, 1996; Köller, 2002).<br />
2.9 ENTWICKLUNG DES NORDDEUTSCHEN KÜSTENRAUMS<br />
Das Gebiet <strong>der</strong> heutigen <strong>Deutschen</strong> Bucht unterlag seit <strong>der</strong> letzten Eiszeit einer starken<br />
Wandlung. Haupttriebkraft dieser Küstenlinienverlagerung war vor allem <strong>der</strong> Anstieg des<br />
Meeresspiegels.<br />
Der Wasserspiegel <strong>der</strong> Nordsee lag wahrscheinlich zum Höhepunkt <strong>der</strong> letzten Eiszeit<br />
im Pleistozän (Weichsel-Kaltzeit, 18.000 J.v.h.) um 110 bis 130 m unter dem heutigen<br />
Niveau. Die Küstenlinie verlief nördlich <strong>der</strong> Doggerbank (Streif, 1993). In <strong>der</strong> nachfolgenden<br />
35
GRUNDLAGEN<br />
Zeit stieg das Meer auf –45 m NN. Erst ab dem Jungholozän (um 8.600 J.v.h.) ist eine<br />
genauere Rekonstruktion <strong>der</strong> Verän<strong>der</strong>ungen des Meeresspiegels im Bereich <strong>der</strong> deutschen<br />
Nordsee möglich. Es folgte eine rasche Transgressionsphase (Meeresspiegelanstieg von -45 m<br />
auf -15 m NN in <strong>der</strong> Zeit von 8.600 bis 7.100 J.v.h.), in <strong>der</strong> die Nordsee die Küstenlinie um<br />
250 bis 300 km nach Süden ins Landesinnere verschob und durch den steigenden Grundwasserspiegel<br />
eine Vernässungszone vor sich her wan<strong>der</strong>n ließ, die das Moorwachstum stark<br />
begünstigte, dann aber das Land überflutete (morphologisch: „ertrinkende“ Landschaft; Streif,<br />
1990).<br />
Das Wattenmeer, als Rückseitenwatt hinter vorgelagerten Inseln, entwickelte sich in<br />
<strong>der</strong> Zeit von 8.000 bis 7.000 J.v.h. Vollmarine Ablagerungsbedingungen wurden erst zum<br />
Ende des Zeitintervalls (7.000 J.v.h.) erreicht.<br />
Abb. 2.9.1: Kurve des nacheiszeitlichen Meeresspiegelanstiegs für die südliche Nordsee<br />
(Altersangaben in Radiokarbonjahren; Behre, 1993).<br />
Seit dem mittleren Holozän nahm die Geschwindigkeit des Meeresspiegelanstiegs ab (Abb.<br />
2.9.1; Behre, 1993). Es gab immer wie<strong>der</strong> stagnierende Phasen, in denen die Küstenrandmoore<br />
mächtige Torfpakete ausbilden konnten, und regressive Phasen, in denen die Moore<br />
sogar vom Land in Richtung Meer auf marinen Sedimenten aufwuchsen (Abb. 2.9.2; Streif,<br />
1990).<br />
36
GRUNDLAGEN<br />
Abb. 2.9.2: Schematische Zusammenhänge zwischen Meeresspiegelbewegungen und dabei entstehenden<br />
Schichtenfolgen (nach Streif, 1990).<br />
Diese Vorgänge wurden etwa zur gleichen Zeit von kurzen Kaltphasen begleitet. Ob<br />
Zusammenhänge zwischen den relativen Meeresspiegelschwankungen, d.h. den relativen<br />
Verän<strong>der</strong>ungen zwischen Land und Meer, und den Temperaturän<strong>der</strong>ungen bestehen, kann<br />
aufgrund <strong>der</strong> geringen Menge an Meeresspiegeldaten nicht sicher gesagt werden (Streif,<br />
1990). Sowohl geologische als auch klimatische Faktoren können diese Schwankungen<br />
beeinflusst haben. Innerhalb <strong>der</strong> geologischen Faktoren kann ein Meeresspiegelanstieg von<br />
1,2 cm/Jhdt. auf epirogenetische Bewegungen (Abwärts- und Aufwärtsbewegung <strong>der</strong><br />
Erdkruste; das Nordseebecken ist seit Beginn des Algonikums vor ca. 1.000 Mio. Jahren um<br />
19 km abgesunken) zurückgeführt werden. Etwa 1 - 5 cm/Jhdt. entfallen auf salztektonische<br />
Bewegungen (Aufdringen von Salz aus tieferen Schichten; Helgoland wird heute noch<br />
angehoben), und 0,6 - 1 cm/Jhdt werden durch die Deformation des Geoids verursacht (das<br />
Geoid ist die Schwereausgleichsfläche <strong>der</strong> Erde; bei Papua Neuguinea ist <strong>der</strong> Meeresspiegel<br />
+76 m „ausgebeult“ und bei den Malediven –93 m „eingedellt“). Bruchtektonische<br />
Bewegungen klangen im Paläozän (vor ca. 55 Mio. Jahren) aus und sind deshalb irrelevant<br />
(Streif, 1990). 2,8 m bis 7,2 m relative Verschiebung durch geologische Ereignisse in 10.000<br />
Jahren sind, wenn die Bewegungen alle in dieselbe Richtung eintreten, klein verglichen mit<br />
<strong>der</strong> Gesamtentwicklung in demselben Zeitraum (ca. 100 m in 10.000 Jahren). Die genannten<br />
geologischen Faktoren treffen we<strong>der</strong> auf das Gebiet <strong>der</strong> heutigen Nordsee noch auf den<br />
betrachteten Zeitraum des Holozäns zu (Streif, 1990).<br />
Als wichtigste klimatisch gesteuerte Komponente sind die eustatischen Meeresspiegelschwankungen<br />
zu nennen, die auf eine Än<strong>der</strong>ung im Eis-/Wasserhaushalt <strong>der</strong> Erde<br />
zurückgehen. In einer Eiszeit wird Wasser als Schnee und Eis auf <strong>der</strong> südlichen Polkappe und<br />
den Kontinenten (z.B. skandinavischer und grönländischer Eisschild) festgelegt. Gleichzeitig<br />
37
GRUNDLAGEN<br />
kommt es durch so große Massenverän<strong>der</strong>ungen zu isostatischen Ausgleichsbewegungen <strong>der</strong><br />
Erdkruste und des äußeren Erdmantels, wobei zwischen eisisostatischen, sedimentisostatischen<br />
o<strong>der</strong> hydroisostatischen Bewegungen unterschieden wird. Es wird davon<br />
ausgegangen, dass vom gesamten Meeresspiegelanstieg im Spätglazial und Holozän 94 bis<br />
96% auf eustatische und eisisostatische Prozesse zurückgeführt werden können (Streif, 1990).<br />
2.10 KÜSTENSPEZIFISCHE ENTWICKLUNGEN VON TORFEN<br />
Die wichtigsten Sedimenteinheiten <strong>der</strong> nordwestdeutschen holozänen Küstenablagerungen<br />
werden in Abb. 2.10.1 beschrieben.<br />
Abb. 2.10.1: Schematischer geologischer Schnitt von <strong>der</strong> Nordsee bis zum Geestrand mit den<br />
wichtigsten Sedimenteinheiten (Streif, 1991 bzw. NLfB, 2001).<br />
Als Organische Basalsequenz wird <strong>der</strong> Horizont bezeichnet, <strong>der</strong> durch Torfe, Mudden<br />
(Sedimente von Süßwasserseen) o<strong>der</strong> humusreiche Mineralböden gebildet wird, die vor <strong>der</strong><br />
Transgression des Meeres auf pleistozäner Oberfläche entstanden und anschließend durch<br />
klastisches Material marinen Ursprungs überlagert wurden. Im Unterschied zum Basalmoor,<br />
welches durch Süßwasser gespeist und später durch marines klastisches Sediment überlagert<br />
wurde, bildet sich das Basismoor durch Brackwassereinfluss. Somit kann ein Basaltorf nur<br />
ein Mindestalter einer Überflutung angeben, während ein Basistorf sich durch den und mit<br />
dem Meeresspiegelanstieg entwickelt hat (Lange und Menke, 1967; Streif, 1990).<br />
So genannte schwimmende Torfe entstehen, wenn die Rate des Meeresspiegelanstiegs<br />
hinter <strong>der</strong> Rate des Moorwachstums zurück bleibt und die Marschrandmoore auf<br />
38
GRUNDLAGEN<br />
Sedimenten marinen Ursprungs vorwachsen können. Durch eine neuerliche Beschleunigung<br />
des Meeresspiegelanstiegs kehrt sich <strong>der</strong> Vorgang um, und klastische Sedimente marinen<br />
Ursprungs überdecken in transgressiver Überlagerung die Moorbildungen (s. Abb. 2.10.1;<br />
Behre und Streif, 1980; Streif, 1990).<br />
Klappklei entsteht durch Aufspaltung von Torfen unter Einschub von mariner o<strong>der</strong><br />
brackischer Suspensionsfracht bei Sturmfluten und ist durch Schichten tonigen bis tonigschluffigen<br />
Sediments, das in Torfe eingeschaltet ist, gekennzeichnet (Streif, 1990). Diese<br />
Schichten sind in Bohrprofilen leicht zu erkennen, da keine Durchwurzelung von <strong>der</strong><br />
darüberliegenden (älteren) Vegetation stattgefunden hat und bei wie<strong>der</strong>holter Ablagerung<br />
klastischen Materials eine ungestörte Laminierung vorhanden sein sollte. Die Schichtdicken<br />
reichen von wenigen Millimetern (kaum sichtbar) bis zu einigen Dezimetern (Behre und<br />
Kučan, 1999). Die Ursache für das Aufschwimmen ist <strong>der</strong> Dichteunterschied des schwereren<br />
Salzwassers im Gegensatz zum leichteren Süßwasser, das den oberen Teil des Torfkörpers<br />
ausfüllt. Das Aufreißen des anstehenden Torfs bevorzugt an <strong>der</strong> Grenze Nie<strong>der</strong>-<br />
/Hochmoortorf wird vor allem durch die unterschiedliche Dichte <strong>der</strong> beiden Torfarten<br />
begünstigt, wobei <strong>der</strong> Nie<strong>der</strong>moortorf zusätzlich durch eine stärkere senkrechte<br />
Durchwurzelung fester zusammengehalten wird (Behre und Kučan, 1999).<br />
2.11 HOLOZÄNE SEDIMENTABLAGERUNGEN IM RÜCKSEITENWATT DER<br />
INSEL SPIEKEROOG<br />
Das Spiekerooger Wattgebiet (Abbildung 2.11.1) glie<strong>der</strong>t sich von Norden nach Süden in das<br />
Spiekerooger Inselwatt, die durch verschiedene Priele (Swinn, Landbalje) zerschnittene<br />
Mittelplaten-Region mit örtlichen Namen wie Janssand, Swinnplate, Bakenplate, Hohe Bank<br />
und das Festlandswatt (Seriemer, Harlesieler Watt) mit den vorgelagerten Platen Baklegde,<br />
Neuharlingersieler Nacken und Gröninger Plate (Sindowski, 1970).<br />
Die Hauptentwässerung des Watts erfolgt durch die Schillbalje mit ihrem Prielsystem<br />
(Swinn, Landbalje) in das Seegat Otzumer Balje. Nur östlich <strong>der</strong> weit im Osten liegenden<br />
Spiekerooger Wattwasserscheide erfolgt die Entwässerung durch die Alte Harle mit den<br />
Nebenbaljen Muschelbalje und Neue Carolinensieler Balje in das Harle-Seegat (Sindowski,<br />
1970).<br />
Die Insel Spiekeroog wurde erstmalig 1912 geologisch kartiert (Schlucht, 1912). In<br />
den Jahren 1956-1958 erfolgte die Erkundung <strong>der</strong> Insel und ihres Wattgebiets im Rahmen des<br />
39
GRUNDLAGEN<br />
Wattbohrprogramms <strong>der</strong> Forschungsstelle Nor<strong>der</strong>ney durch eine größere Anzahl tieferer<br />
Bohrungen (Sindowski, 1959).<br />
Abb. 2.11.1: Karte des Rückseitenwatts <strong>der</strong> Insel Spiekeroog.<br />
Die ältesten Schichten, über die seismische Untersuchungen Auskunft geben,<br />
beschreiben die halokinetische Entwicklung des Salzstocks Spiekeroog, eines kreisrund<br />
erscheinenden Salzstocks im präquartären Untergrund mit einem Durchmesser von ca. 5,5 bis<br />
6 km (Sannemann, 1963). Darauf lagern die verschiedenen Schichten des Pleistozän mit den<br />
ältesten erhaltenen eemzeitlichen Basaltorflagen in 15,5-17,5 m Teufe. Pollenanalytische<br />
Untersuchungen charakterisierten diese Torflagen meist als Bruchwaldtorf mit vielen<br />
zusammengeschwemmten Holz- und Rindenresten (Selle, 1957).<br />
Die Holozän-Basis wird von einer nach Norden geneigten Geestfläche gebildet, die<br />
von ca. 5 m unter NN auf 10 m unter NN abtaucht. Diese Geestfläche wird durch eine breite,<br />
aus <strong>der</strong> Harlebucht kommende Rinne (Harle-Rinne) in eine West- und eine Osthälfte<br />
zerschnitten. Das bisher einzige bekannte Torfvorkommen in <strong>der</strong> Harlerinne ist ein Basaltorf<br />
in einer Tiefe von 22,5 m unter NN. Es ist <strong>der</strong> wahrscheinlich älteste holozäne Basaltorf im<br />
Rückseitenwatt <strong>der</strong> Insel Spiekeroog und stellt mutmaßlich einen Erosionsrest des in <strong>der</strong><br />
Rinne einst weit verbreiteten spätboreal-frühatlantischen Basaltorfs (ca. 7500 Jahre alt) dar<br />
(Sindowski, 1970).<br />
40
GRUNDLAGEN<br />
Der im Rückseitenwatt von Spiekeroog weit verbreitete Basaltorf ist jedoch jünger. Er<br />
hat mittel- bis spätatlantisches Alter (4800 Jahre) und findet sich auf den Flächen zwischen<br />
den tiefen Rinnen. Dieser jüngere Basaltorf zeigt in seinem Profilaufbau einen holzreichen<br />
Erlenbruchwaldtorf an <strong>der</strong> Basis, einen Schilftorf in <strong>der</strong> Mitte und einen schilfdurchwurzelten<br />
Klei im Top, also einen kontinuierlichen Übergang von <strong>der</strong> semiterrestrischen in die marine<br />
Phase (Sindowski, 1970).<br />
Die Oberfläche des jüngeren Basaltorfs liegt durchschnittlich zwischen 5,5 und 7,0 m<br />
unter NN. Die heutige Torfmächtigkeit schwankt zwischen 0,1 und 1,75 m, liegt jedoch<br />
durchschnittlich bei 0,2 bis 0,5 m (Sindowski, 1970).<br />
Die sich nach oben anschließenden subborealen Torflagen (Alter ca. 5800-5500 Jahre)<br />
stellen die erste flächenhafte Sedimentfolge des Küsten-Holozäns im Untersuchungsgebiet<br />
dar. Sie werden auch als „schwimmenden Torfe“ bezeichnet und treten regional etwa<br />
zwischen <strong>der</strong> 10 m- und 5 m-Isobathe <strong>der</strong> Holozän-Basis auf. Die subborealen Torfe wurden<br />
ausnahmslos als Schilftorfe charakterisiert.<br />
Im festlandnahen Gebiet um Neuharlingersiel tritt eine weitere, noch jüngere<br />
Torfschicht auf. Es handelt sich dabei um einen spätsubborealen Torf, <strong>der</strong> mit seiner<br />
Oberkante etwa 1,5-2 m unter NN liegt und meist 0,2 bis 0,6 m mächtig ist. Es handelt sich<br />
dabei um einen Schilftorf, <strong>der</strong> ca. 3000 Jahre alt ist. Diese Torfschicht besitzt westlich des<br />
Untersuchungsgebiets eine wesentlich größere Verbreitung und tritt östlich von Bensersiel<br />
teilweise an die Wattoberfläche (Sindowski, 1970).<br />
2.12 STAND DER BISHERIGEN FORSCHUNG<br />
Die nachfolgend beschriebenen Vorarbeiten wurden im Institut für Chemie und Biologie des<br />
Meeres (ICBM, Carl von Ossietzky Universität Oldenburg) durchgeführt.<br />
Torfe bestehen aus vergleichsweise rezentem Material, so dass <strong>der</strong><br />
Hauptinformationsgehalt ihres extrahierbaren organischen Materials auf molekularer Ebene in<br />
<strong>der</strong> polaren Heterokomponentenfraktion liegt. Um eine Beziehung zwischen den Torfen und<br />
den vegetationsbildenden Pflanzen zu knüpfen, wurde von Behrens (1996) frisches<br />
Pflanzenmaterial auf charakteristische Verteilungsmuster <strong>der</strong> Lipidkomponenten untersucht.<br />
Rautenberg (1997) verglich die vorhandenen Daten mit von ihm untersuchtem Probenmaterial<br />
aus einem Hochmoor (Aurich, Nordwestdeutschland). Köller (1998) konnte an Basaltorfen<br />
unterschiedlicher Zusammensetzung zeigen, dass eine chemotaxonomische Beziehung<br />
zwischen torfbildenden Pflanzen und dem abgelagerten Torfmaterial möglich ist. Im<br />
41
GRUNDLAGEN<br />
Wattenmeer gefundene Torfstücke, die entwe<strong>der</strong> aus seeseitig o<strong>der</strong> im Landesinneren<br />
anstehenden Torfen stammen können, wurden in eigenen Vorarbeiten organisch-geochemisch<br />
charakterisiert und konnten chemotaxonomisch eingeordnet werden (Wöstmann, 2000).<br />
Freese (2001) vermutete für das Schilfrohr eine standortabhängige Bildung eines Schilf-<br />
Biomarkers, <strong>der</strong> nach Köller (2002) in Form eines Parameters zuverlässig Torfe mit hohem<br />
Schilfanteil charakterisiert. Ebenso wurden auf <strong>der</strong> Basis charakteristischer Verteilungsmuster<br />
pentazyklischer Triterpenoide in einigen torfbildenden Pflanzen und Torfen Parameter zur<br />
Einordnung <strong>der</strong> ursprünglichen Organofazies entwickelt (Köller, 2002).<br />
Bei den genannten Arbeiten haben sowohl die n-Alkane als auch die pentacyclischen<br />
Triterpenoide ein hohes paläochemotaxonomisches Potential gezeigt, so dass eine<br />
Erweiterung <strong>der</strong> Datenbasis durch die Analyse weiterer torfbildener Pflanzen und ihrer<br />
Ablagerungen dieses Potential noch weiter untermauern kann.<br />
Neuere organisch-geochemische Untersuchungen außerhalb des ICBM haben sich auf<br />
Hochmoorpflanzen bzw. -torfe konzentriert. Nott et al. (2000) untersuchten zahlreiche<br />
Pflanzenarten und einen Hochmoortorfabschnitt auf ihre n-Alkanzusammensetzung und<br />
fanden eine klimarelevante Beziehung, die durch einen n-Alkanverhältniswert sichtbar<br />
gemacht werden konnte. In weiteren Arbeiten (Baas et al., 2000; Xie et al., 2000) wurden<br />
ausschließlich verschiedene Sphagnum-Arten und -Torfe charakterisiert, die in atlantischen<br />
Hochmooren vorkommen. Pancost et al. (2002) analysierten einige Hochmoorpflanzen und<br />
Torfmoose auf ihre Lipidzusammensetzung und versuchten, eine chemotaxonomische<br />
Beziehung zu einem Hochmoortorfprofil herzustellen. Die Biomarkerverteilung <strong>der</strong><br />
unterschiedlich stark zersetzten Torfablagerungen konnte nicht immer mit <strong>der</strong> durch<br />
botanische Großrestanalysen nachgewiesenen Vegetation korreliert werden, sehr<br />
wahrscheinlich auch, weil Verän<strong>der</strong>ungen bei <strong>der</strong> Torfentstehung und -zersetzung<br />
unberücksichtigt blieben.<br />
Nie<strong>der</strong>moorvegetation bzw. Nie<strong>der</strong>moortorfe wurden bisher wenig naturstoffchemisch<br />
bzw. organisch-geochemisch untersucht. Gerade ein Wechsel vom Nie<strong>der</strong>moor- zum<br />
Hochmoortorf in Sedimenten zeigt eine zumindest regional stark ausgeprägte Verän<strong>der</strong>ung<br />
<strong>der</strong> Ablagerungsbedingungen, die auch durch das Klima beeinflusst worden sein kann.<br />
42
PROBENMATERIAL UND BOHRLOKATIONEN<br />
3. PROBENMATERIAL<br />
3.1 TORFBILDENDE VEGETATION<br />
Ziel dieser Arbeit ist es, die naturstoffchemischen Kenntnisse über die Zusammensetzung<br />
charakteristischer Lipide in torfbildenden Pflanzen zu erweitern, um auf einer gesicherten<br />
Datenbasis taxonomische Bewertungen einzelner Inhaltsstoffe und homologer Reihen von<br />
Substanzklassen vornehmen zu können. Mit diesen Kriterien sollen anschließend<br />
Faziesansprachen <strong>der</strong> Torfe und Sedimente im nordwestdeutschen Küstenraum vorgenommen<br />
werden.<br />
Dazu wurden zunächst die im Rahmen des DFG-Schwerpunktprogramms „Wandel <strong>der</strong><br />
Geo-Biosphäre während <strong>der</strong> letzten 15.000 Jahre – Kontinentale Sedimente als Ausdruck sich<br />
verän<strong>der</strong>n<strong>der</strong> Umweltbedingungen“ erbohrten Sedimentkerne aus dem norddeutschen<br />
Küstenraum im Hinblick auf ihre in den Torflagen konservierten Pflanzenreste ausgewertet.<br />
Die in den Großrestanalysen <strong>der</strong> erbohrten Torfschichten identifizierten Pflanzen spiegeln die<br />
holozäne Sedimentationsgeschichte in den unterschiedlichen Bereichen des nordwestdeutschen<br />
Küstenraums wi<strong>der</strong> (Bohrung Loxstedt: Weserästuar; Bohrung Wangerland: offene<br />
Bucht; Bohrung Schweiburg: weitgehend geschlossene Bucht) und eignen sich dadurch<br />
beson<strong>der</strong>s für vergleichende Lipidanalysen. Zusätzlich wurden die Großrestanalysen eines<br />
Bohrkerns durch ein Hochmoor bei Aurich und von erodierten Torfen aus dem<br />
Rückseitenwatt <strong>der</strong> Insel Spiekeroog bei <strong>der</strong> Auswahl <strong>der</strong> zu untersuchenden Pflanzen<br />
berücksichtigt.<br />
Die für die Lipidanalysen ausgesuchten torfbildenden Pflanzen wurden jeweils zum<br />
Ende <strong>der</strong> Vegetationsperiode im Spätherbst <strong>der</strong> Natur entnommen, da die Lipidverteilungsmuster<br />
in <strong>der</strong> laufenden Vegetationsperiode oft starken Schwankungen<br />
unterworfen sind. Grund dafür sind die biochemischen Prozesse beim Aufbau pflanzlicher<br />
Biomasse (Gülz und Boor, 1992). Erst das reife Pflanzenmaterial am Ende <strong>der</strong> Vegetationsperiode<br />
enthält die Lipide, die von <strong>der</strong> Pflanze bei dem jahreszeitlich bedingten Absterben<br />
ihrer oberirdischen Teile in das Sediment eingetragen werden und die am besten<br />
Rückschlüsse auf eine Sediment/Pflanze-Beziehung ermöglichen.<br />
Die Variation <strong>der</strong> Lipidverteilungsmuster innerhalb einer Pflanzenspezies unter<br />
unterschiedlichen biotischen und abiotischen Umweltbedingungen am Standort wurde am<br />
Beispiel <strong>der</strong> für die Bildung holozäner Küstentorfe dominanten Spezies, des Schilfrohrs<br />
(Phragmites australis), ermittelt. Dazu wurden zeitgleich (Probennahmen am 29.10.2000)<br />
43
PROBENMATERIAL UND BOHRLOKATIONEN<br />
Pflanzen von drei verschiedenen Standorten (Naturschutzgebiet Haarennie<strong>der</strong>ung in<br />
Oldenburg, Straßengraben nahe <strong>der</strong> Ortschaft Edewecht und tidebeeinflusstes Schilfröhricht<br />
am Jadebusen bei Dangast) ausgewählt. Für einen überregionalen Vergleich <strong>der</strong> Lipidverteilungsmuster<br />
in Phragmites australis sind zusätzlich Schilfpflanzen aus Polen nahe <strong>der</strong><br />
Stadt Dobre Miasto, Ostpreußen, ca. 80 km südlich <strong>der</strong> Ostsee (Gerd Liebezeit, pers. Mitt.)<br />
und weitere Pflanzen aus einen ausgetrocknetem Flussbett im Süden <strong>der</strong> Türkei nahe <strong>der</strong><br />
Ortschaft Manavgat (Probennahme am 10.11.2003) analysiert worden.<br />
Loyer Moor<br />
Ipweger Moor<br />
Abb. 3.1: Geographische Karte <strong>der</strong> Probennahme-Gebiete Loyer und Ipweger Moor.<br />
Mit Unterstützung bei <strong>der</strong> Probenentnahme und <strong>der</strong> taxonomischen Bestimmung <strong>der</strong> übrigen<br />
Pflanzen durch Herrn Rudolf Starmer, Naturschutzbeauftragter für den Landkreis<br />
Ammerland, wurden dem Loyer Moor nordöstlich von Oldenburg (Abb. 3.1) folgende auch in<br />
den Großrestanalysen <strong>der</strong> Küstentorfe nachgewiesene torfbildende Pflanzen entnommen und<br />
auf ihre Lipidzusammensetzung untersucht (Probennahme 22.10.2001):<br />
●<br />
●<br />
●<br />
Alnus glutinosa (Schwarzerle, Übergangsmoor)<br />
Andromeda polifolia (Rosmarienheide, Hochmoor)<br />
Aulacomnium palustre (geriffeltes Hochmoormoos)<br />
44
PROBENMATERIAL UND BOHRLOKATIONEN<br />
●<br />
●<br />
●<br />
●<br />
●<br />
●<br />
●<br />
●<br />
●<br />
●<br />
●<br />
Betula pubescens (Moorbirke, Übergangsmoor)<br />
Calluna vulgaris (Besenheide, Hochmoor)<br />
Erica tetralix (Glockenheide, Hochmoor)<br />
Eriophorum vaginatum (scheidiges Wollgras, Hochmoor)<br />
Eriophorum angustifolium (schmalblättriges Wollgras, Übergangsmoor)<br />
Molinia caerulea (Pfeifengras, Nie<strong>der</strong>moor)<br />
Pinus sylvestris (Moorkiefer, Übergangsmoor)<br />
Sphagnum palustre (Torfbleichmoos, Übergangsmoor)<br />
Sphagnum magellanicum (Torfbleichmoos, Hochmoorbulte)<br />
Thelypteris palustris (Sumpffarn, Nie<strong>der</strong>moor/Übergangsmoor)<br />
Vaccinium oxycoccus (gewöhnliche Moosbeere, Hochmoor)<br />
Das heutige Loyer Moor wird vor allem durch unkultivierte Hochmoorreste mit<br />
Moorbirkenwald und kleineren Glockenheiden- und Wollgrasdegenerationsstadien geprägt.<br />
Es liegt nahe <strong>der</strong> Geestabbruchkante und damit etwa 30 m tiefer als <strong>der</strong> Geestkörper.<br />
Eine weitere Probennahme erfolgte am 22.10.2001 im Ipweger Moor, ebenfalls<br />
nordöstlich von Oldenburg gelegen (Abb. 3.1). Das Ipweger Moor bedeckt eine Fläche von<br />
58,2 km 2 und besitzt geologische Reserven von 45,4 Mio m 3 Weißtorf und 59,1 Mio m 3<br />
Schwarztorf (Eber, 2001). Aufgrund des hohen Wassergehalts <strong>der</strong> anstehenden Torfe war in<br />
<strong>der</strong> Vergangenheit ein kommerzieller Torfabbau unrentabel und unterblieb aus diesem Grund.<br />
Dadurch ist im Ipweger Moor eines <strong>der</strong> wenigen von anthropogenen Einflüssen weitgehend<br />
unbeeinflußtes Moor- und Torfprofil erhalten geblieben. Die meisten <strong>der</strong> an<strong>der</strong>en regionalen<br />
Hochmoorvorkommen wurden ab dem 16. Jahrhun<strong>der</strong>t durch Anbau von Buchäckern<br />
(Wan<strong>der</strong>feldanbau) in ihrer Vegetationsdiversität stark verän<strong>der</strong>t. Der hohe Wassergehalt im<br />
Ipweger Moor begünstigte auch die Erhaltung <strong>der</strong> abgelagerten Torfe, so dass diese allgemein<br />
als schwach zersetzt gelten. Man kann auch heute noch bis auf die Basis pleistozäner Sande in<br />
ca. 3-4 m Teufe fast vollständig erhaltene Torfprofile erbohren (Rudolf Starmer, pers. Mitt).<br />
In dem typisch norddeutschen Hochmoor ist vor allem eine Vielzahl verschiedener<br />
Torfmoose (Sphagnum sp.) torfbildend. Durch wasserbauliche Fehlplanungen bei <strong>der</strong><br />
Umdeichung des Moores konnte sich an einer lokal begrenzten Stelle (~0,5 km 2 ) auch<br />
typische Nie<strong>der</strong>moorvegetation ansiedeln. An dieser Stelle erfolgte die Probennahme von<br />
Carex rostrata (Schnabelsegge), Juncus effusus (Flatterbinse) und Typha latifolia<br />
(breitblättriger Rohrkolben).<br />
Pflanzen, die in den heutigen regionalen Mooren nicht mehr verbreitet, aber dennoch<br />
signifikanter Bestandteil holozäner Küstentorfe sind wie z.B. Carex vesicaria (Blasenbinse),<br />
45
PROBENMATERIAL UND BOHRLOKATIONEN<br />
Cladium mariscus (Sumpfscheide), Lycopus europaeus (Ufer-Wolfstrapp), Mentha aquatica<br />
(Wasserminze) und Schoenoplectus lacustris (Teichsimse), konnten vom Botanischen Garten<br />
<strong>der</strong> Universität Oldenburg zur Verfügung gestellt werden. Allerdings stammen diese Pflanzen<br />
nicht aus einem Habitat natürlicher Vegetationsgemeinschaften, son<strong>der</strong>n aus einer isolierten<br />
Nachzüchtung in Gartenerde und Aufzucht unter Gewächshausklima.<br />
Um einen möglichen Beitrag o<strong>der</strong> nachträglichen Eintrag mariner Makroflora in die<br />
anstehenden o<strong>der</strong> bereits erodierten und umgelagerten Küstentorfe erkennen zu können,<br />
wurden die Seegräser Zostera marina (Echtes Seegras) und Zostera noltii (Zwergseegras) auf<br />
eine mögliche charakteristische Lipidzusammensetzung untersucht. Bei dem analysierten<br />
Probenmaterial handelt es sich um bereits abgestorbene braune Blätter, die dem Angespühl<br />
am Strand <strong>der</strong> Insel Sylt entnommen wurden. Des Weiteren wurde das Lipidinventar des<br />
Schlickgrases (Spartina maritima) untersucht. Die braunen, bereits abgestorbenen Blätter<br />
stammen vom Strand nahe <strong>der</strong> Ortschaft Fed<strong>der</strong>war<strong>der</strong>siel (J. Rullkötter, pers. Mitt.).<br />
Nach schonen<strong>der</strong> Reinigung wurden die sortenreinen Pflanzenteile gefriergetrocknet<br />
und anschließend einer alkalischen Hydrolyse unterzogen (siehe Kapitel 4). Oberirdische<br />
Pflanzenteile und Wurzeln/Rhizome wurden getrennt analysiert, um Aussagen zum<br />
Vorkommen einzelner Lipide und <strong>der</strong> Variationsbreite ihrer Verteilungsmuster in<br />
unterschiedlichen Pflanzenteilen treffen zu können. Eine Übersicht aller analysierten Pflanzen<br />
und ihrer Bestandteile ist in Tab. 3.1 zusammengefasst.<br />
Tab. 3.1: Übersicht über die analysierten Pflanzen.<br />
Taxonomischer<br />
Name<br />
Bot. Familie<br />
Deutsche<br />
Bezeichnung<br />
Analysierter<br />
Pflanzenteil<br />
Vorkommen<br />
Alnus glutinosa<br />
Andromeda<br />
polifolia<br />
Aulacomnium<br />
palustre<br />
Betula<br />
pubescens<br />
Calluna vulgaris<br />
Carex rostrata<br />
Carex vesicaria<br />
Cladium<br />
mariscus<br />
Betulaceae<br />
(Birkengewächse)<br />
Ericaceae<br />
(Heidekrautgewächse)<br />
Aulacomniaceae<br />
(Laubmoose)<br />
Betulaceae<br />
(Birkengewächse)<br />
Ericaceae<br />
(Heidekrautgewächse)<br />
Cyperaceae<br />
(Sauergräser)<br />
Cyperaceae<br />
(Sauergräser)<br />
Cyperaceae<br />
(Sauergräser)<br />
Schwarzerle Rinde Übergangsmoor; Erlen-<br />
Birken-Bruchwald<br />
Rosmarienheide<br />
Sumpf-<br />
Streifensternmoos<br />
Moorbirke<br />
Besenheide<br />
Heidekraut<br />
Schnabel-Segge<br />
Blätter,<br />
Stängel +<br />
Wurzeln<br />
Grüner Teil,<br />
brauner Teil<br />
Blätter,<br />
obere Rinde,<br />
untere Rinde<br />
Blätter + Blüten,<br />
Stängel,<br />
Wurzeln<br />
Blätter,<br />
Stängel,<br />
Wurzeln<br />
Hochmoor; saure,<br />
feuchte Standorte<br />
Torfmoosmoore in<br />
Bruchwäl<strong>der</strong>n<br />
Übergangsmoor; Erlen-<br />
Birken-Bruchwald<br />
Hochmoor;<br />
nährstoffarm<br />
Nie<strong>der</strong>moor;<br />
Verlandungsvegetation<br />
Blasenbinse Blätter + Stängel Nie<strong>der</strong>moor;<br />
Verlandungsvegetation<br />
Sumpfscheide Blätter Nie<strong>der</strong>moor; nasse<br />
Böden bis flaches<br />
Wasser<br />
46
Fortsetzung Tab. 3.1<br />
Taxonomischer<br />
Name<br />
Erica tetralix<br />
Eriophorum<br />
angustifolium<br />
Eriophorum<br />
vaginatum<br />
Juncus effusus<br />
Lycopus<br />
europaeus<br />
Mentha<br />
aquatica<br />
Molinia<br />
caerulea<br />
Phragmites<br />
australis<br />
Pinus sylvestris<br />
Schoenoplectus<br />
lacustris<br />
Spartina<br />
maritima<br />
Sphagnum<br />
magellanicum<br />
Sphagnum<br />
palustre<br />
Thelypteris<br />
palustris<br />
Typha latifolia<br />
Bot. Familie<br />
Ericaceae<br />
(Heidekrautgewächse)<br />
Cyperaceae<br />
(Sauergräser)<br />
Cyperaceae<br />
(Sauergräser)<br />
Juncaceae<br />
(Binsengewächse)<br />
Lamiaceae<br />
(Lippenblütler)<br />
Lamiaceae<br />
(Lippenblütler)<br />
Poaceae<br />
(Süßgräser)<br />
Poaceae<br />
(Süßgräser)<br />
Pinaceae<br />
(Kieferngewächse)<br />
PROBENMATERIAL UND BOHRLOKATIONEN<br />
Deutsche<br />
Bezeichnung<br />
Glockenheide<br />
Schmalblättriges<br />
Wollgras<br />
Scheidiges<br />
Wollgras<br />
Flatterbinse<br />
Ufer-Wolfstrapp<br />
Analysierter<br />
Pflanzenteil<br />
Blüten,<br />
Blätter,<br />
Stängel +Wurzeln<br />
Blätter,<br />
Stängel,<br />
Wurzeln<br />
Blätter,<br />
Stängel,<br />
Wurzeln,<br />
Wurzelfilz<br />
Blätter,<br />
Wurzeln<br />
Blätter + Stängel<br />
+ Fruchtstände<br />
Wasserminze Blüten + Blätter +<br />
Stängel<br />
Pfeifengras<br />
Schilfrohr<br />
Wald- o<strong>der</strong><br />
Moorkiefer<br />
Blätter,<br />
Stängel,<br />
Wurzeln<br />
Blätter,<br />
Stängel,<br />
Wurzeln<br />
Nadeln,<br />
Äste,<br />
Borke<br />
Cyperaceae<br />
(Sauergräser) Teichsimse Blätter + Stängel<br />
Poaceae<br />
(Süßgräser)<br />
Sphagnaceae<br />
(Torfmoose)<br />
Sphagnaceae<br />
(Torfmoose)<br />
Thelypteridaceae<br />
(Farne)<br />
Typhaceae<br />
(Rohrkolbengewächse)<br />
Vorkommen<br />
Hochmoor<br />
Übergangsmoor,<br />
auch im Bruchwald<br />
Hochmoor;<br />
wichtigster Torfbildner<br />
Nie<strong>der</strong>moor;<br />
auf sicker-, auch<br />
staunassen Standorten.<br />
Nie<strong>der</strong>moor;<br />
Still- und Fließgewässer<br />
Fließwasserröhrichte,<br />
Großseggenrie<strong>der</strong>, Ufer,<br />
Nass- u. Moorwiesen,<br />
Bruchwald<br />
Nie<strong>der</strong>moor;<br />
Nasswiesen<br />
Nie<strong>der</strong>moor;<br />
Verlandungsvegetation<br />
Übergangsmoor;<br />
Bruchwald<br />
Nie<strong>der</strong>moor;<br />
Verlandungsvegetation<br />
Schlickgras Blätter Salzwiesen <strong>der</strong><br />
Meeresküsten<br />
Torfbleichmoos<br />
Torfbleichmoos<br />
Sumpffarn<br />
Breitblättriger<br />
Rohrkolben<br />
Grüner Teil,<br />
brauner Teil<br />
Grüner Teil,<br />
brauner Teil<br />
Blätter,<br />
Stängel,<br />
Speicherknoten,<br />
Feinwurzeln<br />
Blätter,<br />
Wurzeln,<br />
Feinwurzeln<br />
Hochmoorbulte<br />
Hochmoorschlenken<br />
Nie<strong>der</strong>moor,<br />
Übergangsmoor,<br />
Bruchwald<br />
Nie<strong>der</strong>moor;<br />
Verlandungsvegetation<br />
Vaccinium<br />
oxycoccus<br />
Zostera marina<br />
Zostera noltii<br />
Ericaceae<br />
(Heidekrautgewächse)<br />
Zosteraceae<br />
(Seegrasgewächse)<br />
Zosteraceae<br />
(Seegrasgewächse)<br />
gewöhnliche<br />
Moosbeere<br />
Beeren,<br />
Blätter +Stängel,<br />
Wurzeln<br />
Hochmoor; auf Bulten<br />
und Torfmoospolstern<br />
Echtes Seegras Blätter submers (untergetaucht)<br />
an Meeresküsten<br />
Zwergseegras Blätter submers (untergetaucht)<br />
an Meeresküsten<br />
47
PROBENMATERIAL UND BOHRLOKATIONEN<br />
3.2 HOLOZÄNE TORFE UND SEDIMENTABLAGERUNGEN IM<br />
SPIEKEROOGER RÜCKSEITENWATT<br />
Spiekeroog<br />
Abb. 3.2: Lage des Untersuchungsgebiets (Nationalparkverwaltung Nie<strong>der</strong>sächsisches Wattenmeer,<br />
Landsat TM Daten, ESA, 1992).<br />
Ein weiteres Ziel dieser Arbeit ist es, mit den Kenntnissen über die Lipidzusammensetzung<br />
<strong>der</strong> torfbildenden Pflanzen eine Faziesbewertung für die Torfe und Sedimente im<br />
nordwestdeutschen Küstenraum vorzunehmen. In <strong>der</strong> Satellitenaufnahme in Abb. 3.2 ist<br />
bereits die hohe Dynamik <strong>der</strong> Sedimentation im Untersuchungsgebiet erkennbar.<br />
Um die stratigraphische (fazielle) Entwicklung <strong>der</strong> holozänen Küstentorfe besser<br />
verfolgen zu können, erfolgten in Zusammenarbeit mit <strong>der</strong> DFG-Forschergruppe<br />
„BioGeoChemie des Watts“ und des Forschungszentrums Terramare, Wilhelmshaven,<br />
mehrere Probennahmen im Spiekerooger und Langeooger Rückseitenwatt.<br />
Der Schwerpunkt lag dabei nicht auf einer möglichst hochauflösenden<br />
Charakterisierung vollständiger Sedimentprofile, son<strong>der</strong>n vielmehr sollten an Beispielanalysen<br />
verschiedenster Torf- und Sedimentvarietäten Unterschiede in <strong>der</strong> Lipidzusammensetzung<br />
<strong>der</strong> Wattsedimente erfasst und auf <strong>der</strong> Basis <strong>der</strong> erweiterten Kenntnisse über die<br />
Lipidzusammensetzung torfbilden<strong>der</strong> Pflanzen interpretiert werden.<br />
Eine erste geochemische Charakterisierung des Lipidinventars von Sedimenten des<br />
Spiekerooger Rückseitenwatt erfolgte an einem Sedimentkern, <strong>der</strong> im September 1999 im<br />
48
PROBENMATERIAL UND BOHRLOKATIONEN<br />
Vorstrandbereich von Neuharlingersiel erbohrt worden war (H. Rütters, pers. Mitt., Abb. 3.3).<br />
Der Oberflächenkern NHS1 (0-60 cm Teufe) wurde in 9 Einzelproben aufgeteilt.<br />
●<br />
NHS1<br />
●<br />
NHS-N<br />
●<br />
GP1<br />
Abb. 3.3: Karte des Spiekerooger Rückseitenwatts mit den Bohrlokationen Neuharlingersiel<br />
(NHS1), Neuharlingersieler Nacken (NHS-N) und Gröninger Plate (GP1).<br />
Am 04.06. und 05.06.2002 erfolgte eine Probennahme in Zusammenarbeit mit <strong>der</strong> DFG-<br />
Forschergruppe BioGeoChemie des Watts im Spiekerooger Rückseitenwatt, bei <strong>der</strong> im Zuge<br />
eines Nord-Süd-Transekts Sedimentkerne auf dem Neuharlingersieler Nacken und auf <strong>der</strong><br />
Gröninger Plate erbohrt wurden (Abb.3.3). In drei Kernabschnitten <strong>der</strong> Bohrung<br />
Neuharlingersieler Nacken (NHS-N; 53°43,270 N; 07°43,718 E) ließen sich Torffragmente<br />
visuell erkennen. In <strong>der</strong> Bohrung Gröninger Plate (GP1; 53°43,638 N; 07°45,960 E) enthielt<br />
nur ein Kernabschnitt erkennbare Torfpartikel. Die jeweiligen Kernabschnitte wurden<br />
geochemisch analysiert. Eine Übersicht über die bearbeiteten Sedimentproben enthält die<br />
Tabelle 3.2.<br />
Eine weitere Probennahme wurde am 01.04.2003 in Zusammenarbeit mit Prof. Dr.<br />
Gerd Liebezeit (Forschungszentrum Terramare, Wilhelmshaven) und Herrn Axel Heinze<br />
(Heimatmuseum Esens) im Spiekerooger Rückseitenwatt durchgeführt. Dabei sollten<br />
Torfprofile erbohrt werden, die im Hinblick auf ihre pflanzliche Ursprungsvegetation ein<br />
möglichst breites Spektrum abdecken. Dazu wurden bei Niedrigwasser 1 m lange<br />
Aluminiumrohre (Durchmesser 10 cm) im vorgelagerten Wattenmeer zwischen<br />
49
PROBENMATERIAL UND BOHRLOKATIONEN<br />
Neuharlingersiel und Bensersiel auf <strong>der</strong> Höhe <strong>der</strong> Ortschaft Ostbense abgeteuft. Die<br />
Bohrlokantionen <strong>der</strong> Sedimentprofile (OB1-OB3) sind in Abbildung 3.4 dargestellt; die<br />
analysierten Torf- und Sedimentproben sind in Tabelle 3.2 aufgelistet.<br />
Neuharlingersiel<br />
OB3<br />
OB1<br />
● ●<br />
OB2<br />
Bruchwaldreste<br />
TP-BW<br />
Basistorf<br />
●<br />
●<br />
BNS1<br />
Abb. 3.4: Luftbildaufnahme des Langeooger- und Spiekerooger Rückseitenwatts mit den<br />
Bohrlokationen Bensersiel (BNS1) und Ostbense (OB 1-3). Komposit aus drei<br />
panchromatischen S/W-Aufnahmen, Maßstab 1:15.000, Aufnahmedatum 11.10.2002,<br />
11 45 Uhr.<br />
50
PROBENMATERIAL UND BOHRLOKATIONEN<br />
Am 21.05.2003 erfolgte eine Probennahme im Wattenmeer vor Bensersiel mit dem Ziel, ein<br />
vollständiges Profil holozäner Ablagerungen zu erbohren. Die Bohrung BNS1 wurde mit<br />
einem Aluminiumrohr von 2 m Länge durchgeführt (Durchmesser 10 cm) und bis auf die<br />
pleistozänen Sande abgeteuft (Abb. 3.4). Eine weitere Torfprobe wurde <strong>der</strong> Wattoberfläche<br />
nahe Bensersiel (53°41,700 N; 07°35,306 E) entnommen, wobei es sich sehr wahrscheinlich<br />
um einen Basistorf handelt, <strong>der</strong> hier bis an die Wattoberfläche reicht (Axel Heinze, pers.<br />
Mitt.).<br />
Bei einer erneuten Probennahme am 18.06.2003 im Spiekerooger Rückseitenwatt<br />
wurden in <strong>der</strong> Nähe des Bohrkerns OB2 (53°42,37 N; 07°38,79 E) die Überreste einer Birke<br />
in Form eines gut erhaltenen Wurzelstumpfes und mehrerer Äste entdeckt (Abb. 3.4, dort als<br />
Bruchwaldreste bezeichnet). Die Analyse <strong>der</strong> entnommenen Probe kann wertvolle Hinweise<br />
über mögliche frühdiagenetische Verän<strong>der</strong>ungen im Lipidinventar eines Birkenbruchwalds<br />
geben. Zu diesem Zweck wurde auch eine Altersbestimmung <strong>der</strong> Probe in Auftrag gegeben.<br />
Nur wenige Meter westlich des Birkenwurzelstumpfs tritt eine großflächige Torfplatte<br />
an die Wattoberfläche, <strong>der</strong>en pflanzliche Zusammensetzung offenbar erheblich von <strong>der</strong> <strong>der</strong><br />
weit verbreiteten Schilftorfe abweicht. Die Probe aus <strong>der</strong> Torfplatte Benser Watt (TP-BW)<br />
wurde sowohl geochemisch als auch botanisch-taxonomisch analysiert.<br />
Weiteres Probenmaterial umfasst ein stark abgerundetes Stück Torf aus dem<br />
Rückseitenwatt <strong>der</strong> Insel Baltrum, das freundlicherweise von Herrn Axel Heinze<br />
(Heimatmuseum Esens) zur Verfügung gestellt wurde. Aufgrund <strong>der</strong> beson<strong>der</strong>s starken<br />
Kompaktierung hat diese Probe, im folgenden als BT1 bezeichnet, seinen Ursprung<br />
offensichtlich in tieferen Sedimentschichten und könnte so evtl. den Rest eines erodierten<br />
Basistorfs darstellen. Da die pflanzliche Zusammensetzung durch einen offensichtlich hohen<br />
Zersetzungsgrad nicht erkennbar war und auch die charakteristischen, beson<strong>der</strong>s<br />
abbauresistenten Reste von Schilfrhizomen fehlten, wurde neben <strong>der</strong> geochemischen Analyse<br />
sowohl eine botanische Großrestanalyse als auch eine Altersdatierung durchgeführt.<br />
Tab. 3.2: Übersicht über die geochemisch analysierten Sedimentproben aus dem Untersuchungsgebiet<br />
(grau hinterlegt = botanische Großrestanalyse durchgeführt).<br />
Bohrung Bezeichnung Teufe (cm) visuelle Beschreibung<br />
Neuharlingersiel<br />
NHS1 (0-60 cm) NHS1 (0-1 cm) 0-1 cm schwarz-graues Wattsediment<br />
NHS1 (7-11 cm) 7-11 cm schwarz-graues Wattsediment<br />
NHS1 (15-19 cm) 15-19 cm schwarz-grau laminiert<br />
NHS1 (23-27 cm) 23-27 cm schwarz-graues Wattsediment<br />
NHS1 (31-35 cm) 31-35 cm schwarz-graues Wattsediment<br />
NHS1 (39-43 cm) 39-43 cm schwarz-grau laminiert<br />
NHS1 (47-51 cm) 47-51 cm grau-braunes Wattsediment<br />
51
PROBENMATERIAL UND BOHRLOKATIONEN<br />
Fortsetzung Tab. 3.2<br />
Bohrung Bezeichnung Teufe (cm) visuelle Beschreibung<br />
Neuharlingersiel<br />
NHS1 (0-60 cm)<br />
NHS1 (51-55 cm) 51-55 cm graues Sediment mit Torfpartikel<br />
NHS1 (55-59 cm) 55-59 cm grauer Ton-Schluff<br />
Neuharlingersieler<br />
Nacken<br />
NHS-N (0-450 cm) NHS-N (250 cm) 245-255 cm grau-braunes Schlickwatt, Torfpartikel<br />
NHS-N (280 cm) 275-285 cm grau-braunes Schlickwatt, Torfpartikel<br />
NHS-N (440 cm) 435-445 cm grau-braunes Schlickwatt, Torfpartikel<br />
Gröninger Plate<br />
GP1 (0-560 cm) GP1 (375 cm) 370-380 cm dunkelgrau, Mischwatt, Torfpartikel<br />
Ostbense 1<br />
OB1 (0-71 cm) OB1 (0-8 cm) 0-8 cm hellbraun, feinsandig, Schilfrhizome<br />
53°42,42 N 8-15 cm grau, zunehmend tonig, weniger Schilfreste<br />
07°38,95 E OB1 (16-40 cm) 16-40 cm braun, Nie<strong>der</strong>moortorf (Schilftorf)<br />
OB1 (40-55 cm) 40-55 cm grau-schwarz, tonig, weniger Schilfreste<br />
56-71 cm grau-schwarz, tonig, weniger Schilfreste<br />
Ostbense 2<br />
OB2 (0-72 cm) OB2 (0-8 cm) 0-8 cm graues Mischwatt, Muschelschill<br />
53°42,37 N 9-14 cm grau-braun, zunehmend tonig<br />
07°38,79 E OB2 (14-26 cm) 14-26 cm grau-braun, Schluff mit Pflanzenresten<br />
OB2 (27-45 cm) 27-43 cm braun, Übergang in einen Schilftorf<br />
OB2 (44-56 cm) 44-56 cm braun, Nie<strong>der</strong>moortorf (Schilftorf)<br />
OB2 (57-72 cm) 57-72 cm braun, Nie<strong>der</strong>moortorf (Schilftorf)<br />
Bruchwaldreste Birkenwurzelstumpf Oberfläche Wurzelstumpf, Äste z.T. mit Rinde<br />
Torfplatte Benser Watt TP-BW Oberfläche hellbraune Torfplatte<br />
Ostbense 3<br />
OB3 (0-71 cm) OB3 (0-19 cm) 0-19 cm grau-braun, toniges Sediment mit Schilftorf<br />
53°42,42 N OB3 (20-35 cm) 20-35 cm braun, Hochmoortorf (Sphagnumtorf)<br />
07°39,00 E OB3 (36-48 cm) 36-48 cm braun, Bruchwaldtorf und Schilftorf<br />
OB3 (49-71 cm) 49-71 cm Übergang in einen reinen Schilftorf<br />
Bensersiel 1<br />
BNS1 (0-150 cm) BNS1 (0-5 cm) 0-5 cm braun, Nie<strong>der</strong>moortorf (Schilftorf)<br />
53°41,72 N BNS1 (5-10 cm) 5-10 cm braun, Nie<strong>der</strong>moortorf, laminiert (Schilftorf)<br />
07°35,33 E BNS1 (10-20 cm) 10-20 cm braun, Nie<strong>der</strong>moortorf, laminiert (Schilftorf)<br />
BNS1 (20-30 cm) 20-30 cm braun, Nie<strong>der</strong>moortorf, laminiert (Schilftorf)<br />
BNS1 (30-40 cm) 30-40 cm braun, Nie<strong>der</strong>moortorf, laminiert (Schilftorf)<br />
BNS1 (40-50 cm) 40-50 cm braun, Nie<strong>der</strong>moortorf, laminiert (Schilftorf)<br />
BNS1 (50-58 cm) 50-58 cm braun, Nie<strong>der</strong>moortorf, laminiert (Schilftorf)<br />
BNS1 (58-74 cm) 58-74 cm schwarz, Mudde, wenig Pflanzenreste<br />
BNS1 (74-98 cm) 74-98 cm braun, zunehmend sandig<br />
BNS1 (98-112 cm) 98-112 cm Wechsellagen aus Ton, Pflanzenresten und Sand<br />
BNS1 (112-120 cm) 112-120 cm gelb, sandig, ohne Pflanzenreste<br />
BNS1 (120-135 cm) 120-135 cm grau-grüner Ton und gelber Sand<br />
BNS1 (135-150 cm) 135-150 cm gelb-grün, sandig<br />
Basistorf Bensersiel Basistorf Oberfläche braun, Nie<strong>der</strong>moortorf (Schilftorf)<br />
53°41,700 N<br />
07°35,306 E<br />
52
PROBENMATERIAL UND BOHRLOKATIONEN<br />
3.3 BOTANISCHE GROSSRESTANALYSE<br />
Als Korrelationsbasis für die chemotaxonomische Verknüpfung torfbilden<strong>der</strong> Vegetation und<br />
holozäner Küstentorfe wurde die botanische Großrestanalyse gewählt. Als Alternative zur<br />
palynologischen Untersuchung (Pollenanalyse) ist eine effektive zeitliche Einordnung des<br />
regionalen Ablagerungsgeschehens möglich. Da <strong>der</strong> Polleneintrag nicht ausschließlich<br />
autochthon ist, son<strong>der</strong>n zu einem großen Anteil äolisch bestimmt wird, spiegelt das<br />
Pollenspektrum nicht zwangsläufig die torfbildende Pflanzengesellschaft, son<strong>der</strong>n vielmehr<br />
die umliegende Vegetation wi<strong>der</strong>. Dies kann daher bei dem Versuch, molekulare<br />
Biomarkersignale bestimmten Pflanzengemeinschaften zuzuordnen, zu erheblichen<br />
Missinterpretationen führen.<br />
Die botanische Großrestanalyse wurde von Herrn Bartels (Landwirtschaftskammer<br />
Oldenburg) nach Grosse-Brauckmann (1962) vorgenommen. Die Proben frischen,<br />
gewebereichen Kernmaterials (ca. 100-200 ml Feuchtvolumen) wurden alkalisch mit<br />
Kalilauge aufbereitet, geschlämmt und anschließend lichtmikroskopisch auf ihren Gehalt an<br />
Geweberesten, Samen und Früchten untersucht. Hierfür wurden vor allem Teilchen über 1<br />
mm betrachtet (Herr Bartels, pers. Mitt.). Für die Klassifizierung <strong>der</strong> Proben wurde ebenfalls<br />
<strong>der</strong> von Grosse-Brauckmann aufgestellte Schlüssel für Großrestanalysen verwendet (Tab.<br />
9.3.1 im Anhang). In Abhängigkeit vom chemotaxonomischen Erhaltungspotential <strong>der</strong><br />
einzelnen Pflanzenteile und vom Zersetzungsgrad <strong>der</strong> Torfe ist häufig eine Zuordnung bis auf<br />
das Artniveau möglich.<br />
Die nachfolgend häufig benutzte Bezeichnung "Torf" ist <strong>der</strong> lithologischen Ansprache<br />
<strong>der</strong> Wattsedimente entnommen und entspricht nicht in allen Fällen einem TOC-Gehalt >30%.<br />
Diese Bezeichnung wird dennoch <strong>der</strong> Anschaulichkeit halber beibehalten. Auch bei<br />
Übereinstimmung <strong>der</strong> gewählten Probensegmente ist das Ergebnis <strong>der</strong> botanischen Analyse<br />
nicht direkt auf eine bestimmte Pflanzengemeinschaft übertragbar, da die Erhaltung einzelner<br />
Pflanzenreste sehr unterschiedlich sein kann (z.B. zersetzen sich die weicheren Holzreste <strong>der</strong><br />
Erle wesentlich schneller als Reste <strong>der</strong> Birke; Bartels, pers. Mitt.). Trotzdem bietet die<br />
Großrestanalyse aber eine im Vergleich zur Pollenanalyse größere Sicherheit, da nicht allein<br />
<strong>der</strong> äolische Eintrag bestimmt wird.<br />
Eine Übersicht über die Ergebnisse <strong>der</strong> Großrestanalyse <strong>der</strong> einzelnen Küstentorfe ist<br />
in Tab. 3.3 gegeben. Einige ausgewählte Mikroskopaufnahmen repräsentativer Großreste aus<br />
den Torfablagerungen des Untersuchungsgebiets sind im Anhang (Abb. 9.3.4) zu finden.<br />
53
PROBENMATERIAL UND BOHRLOKATIONEN<br />
Tab. 3.3: Übersicht über die Hauptkomponenten <strong>der</strong> Großrestanalysen.<br />
Probenbezeichnung<br />
(Teufenintervall)<br />
OB1 (0-8 cm)<br />
OB1 (16-40 cm)<br />
OB2 (9-26 cm)<br />
OB2 (27-45 cm)<br />
OB2 (57-72 cm)<br />
Torf-<br />
Gr. 1)<br />
Hp<br />
Hp<br />
Hn<br />
Hp<br />
Hn/<br />
Hl<br />
Ansprache des Sediments bzw. Torfs<br />
Mengenangabe <strong>der</strong> Hauptkomponenten 2)<br />
Nie<strong>der</strong>moortorf, überwiegend gebildet aus Resten von<br />
Schilf (Humositätsgrad nach von Post: H8 =stark zersetzt)<br />
5/ Phragmites australis (Schilfrohr)<br />
H/ Typha spec.(Rohrkolben)<br />
m/ Juncus gerardii (Salzbinse)<br />
+/ Betula spec. (Birke)<br />
Schlick mit Einschlüssen von Nie<strong>der</strong>moortorf, überwiegend<br />
gebildet aus Resten von Schilf (H8 = stark zersetzt)<br />
1/ Phragmites australis (Schilfrohr)<br />
+/ Holz, unbestimmt<br />
s/ Montia fontana (Quellkraut)<br />
+/ Barbula convoluta (Laubmoos)<br />
Nie<strong>der</strong>moortorf, überwiegend gebildet aus Resten<br />
krautiger Pflanzen (H10 = sehr stark zersetzt)<br />
H/ Juncus gerardii (Salzbinse)<br />
h/ Mentha aquatica (Wasserminze)<br />
h/ Eupatorium cannabium (Wasserdost)<br />
s/ Salicornia europaea (Queller)<br />
s/ Carex spec. (Seggen)<br />
s/ Potamogeton cf. natans (Leichkraut)<br />
+/ Phragmites australis (Schilfrohr)<br />
+/ Barbula spec. (Laubmoos)<br />
Nie<strong>der</strong>moorschilftorf, fast ausschließlich gebildet aus<br />
Resten von Schilf (H8-10 = sehr stark zersetzt)<br />
5/ Phragmites australis (Schilfrohr)<br />
m/ Mentha aquatica (Wasserminze)<br />
s/ Salicornia europaea (Queller)<br />
Nie<strong>der</strong>moorbruchwaldtorf, überwiegend gebildet aus<br />
Resten von Schilf, krautigen Pflanzen und Bäumen (H8-10<br />
= sehr stark zersetzt)<br />
5/ Wurzelreste versch. Gräser, krautiger Pflanzen und Bäumen<br />
3/ Phragmites australis (Schilfrohr)<br />
3/ Holz, unbestimmt, 1/ Rinde, unbestimmt<br />
1/ Sphagnum teres (Torfmoos)<br />
s/ Betula spec., Rinde (Birke)<br />
s/ Carex spec. (Segge)<br />
OB3 (0-19 cm) -<br />
Torfmudde (Großditritusmudde), Hauptbestandteile sind<br />
Reste von Schilf und Teichsimse, daneben<br />
Einschwemmungen von hochmoorartigen Resten (H8-10 =<br />
sehr stark zersetzt)<br />
4/ Phragmites australis (Schilfrohr)<br />
H/ Schoenoplectus lacustris (Teichsimse)<br />
h/ Juncus gerardii (Salzbinse)<br />
s/ Mentha aquatica (Wasserminze)<br />
+/ Sphagnum palustre (Torfmoos)<br />
+/ Sphagnum cuspidata (Torfmoos)<br />
+/ Sphagnum acutifolia (Torfmoos)<br />
+/ Calluna vulgaris (Besenheide)<br />
54
Fortsetzung Tab. 3.3<br />
Probenbezeichnung<br />
(Teufenintervall)<br />
OB3 (20-35 cm)<br />
Torf-<br />
Gr. 1)<br />
Hu<br />
PROBENMATERIAL UND BOHRLOKATIONEN<br />
Ansprache des Sediments bzw. Torfs<br />
Mengenangabe <strong>der</strong> Hauptkomponenten 2)<br />
Übergangsmoortorf, überwiegend gebildet aus dem<br />
Torfmoos Sphagnum palustre (H6-8 = stark zersetzt)<br />
5/ Sphagnum palustre<br />
1/ Betula spec., Holz und Rinde (Birke)<br />
1/ Calluna vulgaris (Besenheide)<br />
+/ Vaccinium oxycoccus (Moosbeere)<br />
+/ Aulacomnium palustre (Sumpf-Sternstreifenmoos)<br />
1/ Phragmites australis (Schilfrohr)<br />
OB3 (36-48 cm) Hn Nie<strong>der</strong>moortorf mit einem Anteil von Mudde (H8 = stark<br />
zersetzt)<br />
4/ Phragmites australis (Schilfrohr)<br />
h/ Schoenoplectus lacustris (Teichsimse)<br />
s/ Juncus gerardii (Salzbinse)<br />
OB3 (49-71 cm) -<br />
Schlick mit Einschlüssen verschiedener Pflanzenreste (H8<br />
= stark zersetzt)<br />
5/ Reste von versch. Gräsern, krautigen Pflanzen und Moosen<br />
3/ Phragmites australis (Schilfrohr, etwa 25% des OM)<br />
h/ Eupatorium cannabium (Wasserdost)<br />
s/ Mentha aquatica (Wasserminze)<br />
+/ Typha latifolia (Rohrkolben)<br />
h/ Sphagnum palustre (Torfmoos, weniger als 1% des OM)<br />
Torfplatte im Benser-Watt<br />
TP-BW<br />
Basistorf Bensersiel<br />
Baltrum (BT1)<br />
Hu<br />
Hn<br />
Hn<br />
Übergangsmoortorf, speziell Laubmoos-Sphagnumtorf<br />
(H5-7 = mäßig bis stark zersetzt) mit Birkenresten<br />
5/ Polytrichum commune (Gemeines Wi<strong>der</strong>tonmoos)<br />
1/ Aulacomnium palustre (Sumpf-Sternstreifenmoos)<br />
2/ Betula spec., Holz und Rinde (Birke)<br />
1/ Sphagnum palustre (Torfmoos)<br />
1/ Sphagnum fallax (Torfmoos)<br />
Nie<strong>der</strong>moortorf, überwiegend gebildet aus Resten von<br />
Schilf, daneben aus Resten krautiger Pflanzen (H8 = stark<br />
zersetzt)<br />
5/ Reste von versch. Gräsern und krautiger Pflanzen<br />
3-4/ Phragmites australis (Schilfrohr)<br />
H/ Myrica gale (Gagelstrauch)<br />
h/ Mentha aquatica (Wasserminze)<br />
h/ Juncus gerardii (Salzbinse)<br />
+/ Betulaceae (Birken- o<strong>der</strong> Erlenrinde)<br />
Nie<strong>der</strong>moortorf, überwiegend gebildet aus Resten<br />
krautiger Pflanzen und Schilf (H8 = stark zersetzt)<br />
5/ Reste von versch. Gräsern und krautigen Pflanzen<br />
s/ Mentha aquatica (Wasserminze)<br />
3/ Phragmites australis (Schilfrohr)<br />
h/ Carex spec. (versch. Seggen)<br />
2/ Alnus glutinosa (Schwarzerle, verkohlt)<br />
+/ Typha latifolia (Rohrkolben)<br />
+/ Lycopus europaeus (Ufer-Wolfstrapp, verkohlt)<br />
55
Fortsetzung Tab. 3.3<br />
Probenbezeichnung<br />
(Teufenintervall)<br />
Referenz-Seggentorf<br />
(Türkei)<br />
Torf-<br />
Gr. 1)<br />
Hc<br />
PROBENMATERIAL UND BOHRLOKATIONEN<br />
Ansprache des Sediments bzw. Torfs<br />
Mengenangabe <strong>der</strong> Hauptkomponenten 2)<br />
Seggentorf (H3-5 = wenig bis mäßig zersetzt)<br />
5/ Carex spec. (Seggen, ca. 80 %), insbeson<strong>der</strong>e<br />
Carex limosa (Schlamm-Segge)<br />
Carex rostrata (Schnabel-Segge)<br />
Carex echinata (Igel-Segge)<br />
1/ Scheuchzeria palustre (Blasenbinse)<br />
1/ Sphagnum spec. (diverse Torfmoose)<br />
1) Torfarten-Gruppe: Hc – Seggentorf, Hh - Hochmoortorf, Hl – Bruchwaldtorf, Hn – Nie<strong>der</strong>moortorf; Hp – Schiltorf,<br />
Hu - Übergangsmoortorf. 2) Mengenangaben nach Grosse-Brauckmann (1962, Tab. 9.3.2 im Anhang).<br />
3.4 MASSENSPEKTROMETRISCHE ALTERSBESTIMMUNG<br />
AUSGEWÄHLTER SEDIMENTPROBEN<br />
Um die Sedimentation und Ablagerung von Küstentorfen infolge holozäner<br />
Meeresspiegelschwankungen auch zeitlich einordnen zu können, wurden an ausgewählten<br />
Proben Altersbestimmungen durchgeführt. Dabei wurden bevorzugt Sedimentabschnitte in<br />
den Bohrkernen ausgewählt, an <strong>der</strong>en Grenzschicht visuell ein Fazieswechsel erkennbar ist.<br />
Eine Übersicht <strong>der</strong> Ergebnisse <strong>der</strong> Altersdatierungen ist in Tabelle. 3.4 zusammengefasst.<br />
Tab. 3.4: Übersicht über die Ergebnisse <strong>der</strong> massenspektrometrischen Altersdatierungen.<br />
Kern/ Probenmaterial<br />
Teufenintervall <strong>der</strong><br />
datierten Proben [cm]<br />
Konventionelles 14 C-<br />
Alter [J.v.1950] 1)<br />
± Standardabweichung<br />
Kalibriertes<br />
Zeitintervall 2)<br />
Ostbense 1 (OB1) 0,2-0,4 cm 3050 ± 35 BC 1408-1255 3)<br />
Ostbense 1 (OB1) 39,4-39,6 cm 2990 ± 40 BC 1375-1336 3)<br />
Ostbense 2 (OB2) 17,8-18,0 cm 2370 ± 25 BC 516-458 3)<br />
Ostbense 2 (OB2) 42,8-43,0 cm 2465 ± 30 BC 762-677 3)<br />
Ostbense 2 (OB2) 56,0-56,2 cm 2635 ± 30 BC 833-788 3)<br />
Ostbense 3 (OB3) 19,0-19,2 cm 2790 ± 30 BC 1002-890 3)<br />
Ostbense 3 (OB3) 36,0-36,2 cm 2990 ± 30 BC 1373-1338 3)<br />
Ostbense 3 (OB3) 48,0-48,2 cm 2975 ± 35 BC 1316-1109 3)<br />
Ostbense 3 (OB3) 62,6-62,7 cm 3025 ± 30 BC 1428-1291 3)<br />
Bensersiel 1 (BNS1) 0,5-1,0 cm 2720 ± 60 BC 982-799 3)<br />
Bensersiel 1 (BNS1) 98,0-99,0 cm 6965 ± 40 BC 5914-5732 3)<br />
Bensersiel 1 (BNS1) 111,0-112,0 cm 10540 ± 100 BC 10962-10320 3)<br />
Baltrum (BT1) verdrifteter Torf 6890 ± 40 BC 5841-5707 3)<br />
Birkenwurzelstumpf Holzreste 3700 ± 30 BC 2144-2021 3)<br />
Benser Watt<br />
1) 14 C-Maximalalter o<strong>der</strong> Probenminimalalter werden mit einer Sicherheitswahrscheinlichkeit von 97,5% (2σ-<br />
Intervall) angegeben. 2) AD – Anno Domini (nach Christus), BC – Before Christ (vor Christus).<br />
3) von Geyh (pers. Mitt.) nach Stuiver & Reimer (1993) kalibriertes Zeitintervall.<br />
56
METHODEN<br />
4. METHODEN<br />
Bei <strong>der</strong> Probennahme und <strong>der</strong> weiteren Bearbeitung <strong>der</strong> Proben wurde darauf geachtet,<br />
Kontaminationen durch organische Substanzen (Weichmacher, Kunststoffe etc.) zu<br />
vermeiden. Daher wurden alle Glasgefäße und Geräteteile, die mit den Proben, Extrakten o<strong>der</strong><br />
Fraktionen in Berührung kamen, vor <strong>der</strong> Verwendung ausreichend mit hochreinem<br />
Lösungsmittel gespült.<br />
Eine Auflistung <strong>der</strong> verwendeten Geräte und Reagenzien findet sich in tabellarischer Form im<br />
Anhang (Abschnitt 9.1.4).<br />
4.1 PROBENAUFARBEITUNG<br />
In Abb. 4.1.1 ist eine Übersicht über die Arbeitsschritte dargestellt.<br />
trockenes<br />
gemahlenes<br />
Sediment +<br />
Pflanzenmaterial<br />
alkalische<br />
Hydrolyse +<br />
Extraktion<br />
Ultraschall-<br />
Extraktion des<br />
Rückstands<br />
Gesamtextrakt<br />
Standardisierung<br />
Asphaltenfällung<br />
GC/FID- + GC/MS-<br />
Analyse<br />
lösliches Bitumen<br />
Asphaltene<br />
Säulenchromatographie<br />
KOH-Säule<br />
Aliphatenfraktion<br />
Aromatenfraktion<br />
Heterokomponenten<br />
Neutralfraktion<br />
Säurefraktion<br />
GC/FID- + GC/MS-<br />
Analyse<br />
GC/FID- + GC/MS-<br />
Analyse<br />
GC/FID- + GC/MS-<br />
Analyse<br />
GC/FID- +GC/MS-<br />
Analyse<br />
GC/FID- + GC/MS-<br />
Analyse<br />
Abb. 4.1.1: Vereinfachte Übersicht über die Probenaufarbeitung.<br />
57
METHODEN<br />
4.1.1 PROBENVORBEREITUNG UND –LAGERUNG<br />
Direkt nach <strong>der</strong> Probennahme erfolgte die Trennung <strong>der</strong> Pflanzen in Blätter, Stängel und<br />
Wurzeln bzw. oberirdische und unterirdische Pflanzenteile (Torfmoose, Sphagnum Sp.). Die<br />
einzelnen Pflanzenteile wurden für kurze Zeit unter fließendem Leitungswasser von evtl.<br />
anhaftenden Staubteilchen (Blätter) und Humusresten (Wurzeln) befreit und anschließend in<br />
einer Gefriertrocknungsanlage getrocknet (Gesamtdauer etwa 48 – 72 h). Die Zerkleinerung<br />
<strong>der</strong> Pflanzenteile erfolgte in einer Rotormühle durch einen Siebeinsatz von 0,1 mm. Um die<br />
thermische Belastung des Untersuchungsmaterials so gering wie möglich zu halten, wurde in<br />
Intervallen gemahlen, wobei darauf geachtet wurde, dass die Temperatur des Mahlguts nicht<br />
über ca. 40°C anstieg. Die fast staubfein gemahlen Proben wurden in Schraubdeckelgläsern<br />
bis zur Analyse bei einer Temperatur von -18°C gelagert.<br />
Die Torf- und Sedimentproben wurden nach Gefriertrocknung in einer<br />
Achatkugelmühle bei 200 u/min in 30 Minuten staubfein gemahlen und ebenfalls bis zur<br />
Aufarbeitung in Schraubdeckelgläser bei –18°C gelagert.<br />
4.1.2 BESTIMMUNG DER ELEMENTPARAMETER<br />
Sowohl von den Pflanzenproben als auch von den Torf- und Sedimentproben aus dem<br />
Wattenmeer wurden die Elementgehalte bestimmt. Die Ergebnisse werden in Abschnitt 5.1<br />
bzw. 6 diskutiert und sind tabellarisch im Anhang zusammengefasst (Tab. 9.1.1).<br />
Die Analyse des Gesamtkohlenstoffs (C ges ) und des Gesamtstickstoffs (N ges ) erfolgte<br />
am Carlo ERBA-Elementaranalysator EA 1108 ® . In diesem Verbrennungsanalysator wird die<br />
in Zinnkapseln gefüllte Sedimentprobe im Sauerstoffstrom zu Kohlendioxid, Wasser und<br />
Stickoxiden verbrannt (Oxidationsrohr, Füllung Chromoxid und Cobaltoxid). Die Stickoxide<br />
werden im nachfolgenden Reduktionsrohr (Füllung Kupfer und Kupferoxid) zu Stickstoff<br />
reduziert. Durch die anschließende gaschromatographische Trennung werden die Gase mit<br />
Hilfe eines Wärmeleitfähigkeitsdetektors bezogen auf eine mit Acetanilid (Carlo Erba<br />
Instruments ® ) erstellte Kalibrierung quantitativ erfasst.<br />
Der anorganische Kohlenstoff (C anorg ) wurde mit Perchlorsäure (4 ml, 2 N) in Form<br />
von Kohlendioxid freigesetzt und <strong>der</strong> Gehalt in <strong>der</strong> Probe in einer Messzelle coulometrisch<br />
bestimmt. Der Karbonatgehalt des Sediments wird durch Multiplikation des C anorg -Gehalts mit<br />
8,333 (CaCO 3 /C = 100,0892 [g/mol] / 12,011 [g/mol]) errechnet unter <strong>der</strong> Annahme, dass das<br />
gesamte Karbonat als Kalziumkarbonat vorliegt. Der Gehalt an organischem Kohlenstoff<br />
58
METHODEN<br />
(C org ) errechnet sich aus <strong>der</strong> Differenz von C ges und C anorg . Allen Messdaten liegen Doppelbestimmungen<br />
mit einer anschließenden Mittelwertbildung zugrunde.<br />
4.1.3 EXTRAKTION DES LÖSLICHEN ORGANISCHEN MATERIALS<br />
Um die Proben einer molekularen organisch-geochemischen Untersuchung zugänglich zu<br />
machen, muss <strong>der</strong> lösliche organische Anteil, das Bitumen, von <strong>der</strong> anorganischen Matrix und<br />
den nicht extrahierbaren, höhermolekularen organischen Bestandteilen abgetrennt werden.<br />
Dabei hängen Extraktausbeute und –zusammensetzung von <strong>der</strong> Wahl des<br />
Extraktionsverfahrens und des dabei eingesetzten Lösemittels ab.<br />
Während durch das ausschließliche Abspülen des unzerkleinerten Pflanzenmaterials<br />
mit n-Hexan lediglich die oberflächlichen Blatt- und Epikutikularlipide extrahiert werden,<br />
wird durch Mahlen des Pflanzenmaterials mit anschließen<strong>der</strong> Ultraschallextraktion durch ein<br />
polares Lösungsmittelgemisch (Methanol/Dichlormethan) auch die freien interzellulären<br />
Pflanzenlipide zugänglich (Versteegh et al., 2004). Für die Analyse <strong>der</strong> gebundenen<br />
interzellulären Lipide ist zusätzlich eine alkalische Hydrolyse des Pflanzenmaterials nötig, da<br />
nur so veresterte Verbindungen wie z.B. einige <strong>der</strong> Triterpenoidalkohole analytisch verfügbar<br />
werden (Koch, 2002).<br />
Um das Lipidinventar torfbilden<strong>der</strong> Pflanzen und die chemischen Prozesse <strong>der</strong><br />
Torfbildung und -zersetzung möglichst vollständig zu erfassen, ist das Ziel <strong>der</strong><br />
Probenaufarbeitung eine möglichst vollständige Extraktion <strong>der</strong> einzelnen Inhaltsstoffe. Nur<br />
dadurch ist ein Vergleich <strong>der</strong> erhaltenen Verteilungsmuster möglich und erlaubt Rückschlüsse<br />
auf das chemotaxonomische Potential einzelner Verbindungen und homologer Reihen bei <strong>der</strong><br />
Faziescharakterisierung holozäner Ablagerungen im Untersuchungsgebiet.<br />
Im Mittel werden mit <strong>der</strong> Ultraschallextraktion höhere Ausbeuten an unpolaren<br />
Komponenten erzielt, wogegen die alkalische Hydrolyse auch chemisch gebundene<br />
Komponenten freisetzt und den polaren Anteil des Gesamtextrakts stark erhöht (Köller,<br />
2002). Es wurde daher an allen Proben eine alkalische Hydrolyse mit einer anschließenden<br />
Ultraschallextraktion des Hydrolyserückstands durchgeführt. Dadurch wurde eine Adsorption<br />
<strong>der</strong> unpolaren Verbindungen, insbeson<strong>der</strong>e <strong>der</strong> n-Alkane, an die anorganische o<strong>der</strong> nicht<br />
lösliche organische Matrix im Hyrolysegemisch verhin<strong>der</strong>t (Köller, 2002) und gleichzeitig<br />
eine höhere Ausbeute bei <strong>der</strong> Extraktion gebundener Komponenten erziehlt.<br />
59
METHODEN<br />
● Alkalische Hydrolyse und Extraktion aus <strong>der</strong> wässrigen Phase<br />
Das getrocknete und zerkleinerte Probenmaterial wurde in einen 100 ml-Braunglaskolben<br />
eingewogen (je nach C org -Gehalt 0,5 – 1 g pflanzliches Material bzw. 2 g – 5g Torf und 10 g –<br />
40 g C org -armes Wattsediment), mit 60 ml methanolischer KOH-Lösung (5%ig, Methanol/<br />
Wasser, 4:1, v/v) versetzt und anschließend 24 h bei 80°C unter Rückfluss erhitzt. Reaktion<br />
und Abkühlungsprozess erfolgten unter Inertgasatmosphäre (N 2 ). Nach Abkühlung des<br />
Reaktionsgemisches erfolgte eine Filtration <strong>der</strong> überstehenden Lösung über den<br />
Membranfilter einer Vakuumfiltrationsapparatur. Der Rückstand wurde noch dreimal mit<br />
wenig Methanol/Wasser (80:20, v/v) nachgespült. Das Filtrat wurde in einem Scheidetrichter<br />
aufgefangen und mit 2 N Salzsäure langsam auf einen pH-Wert von 4-5 (Indikatorpapier)<br />
angesäuert, um Reaktionen freier Säuren zu Methylestern zu vermeiden. Das<br />
Reaktionsgemisch wurde mehrfach mit je 30 ml Dichlormethan extrahiert, bis die organische<br />
Phase farblos war.<br />
● Ultraschallextraktion des Hydrolyserückstandes<br />
Die Rückstände <strong>der</strong> alkalischen Hydrolyse wurden nach dem Trocknen dreimal mit 60 ml<br />
eines Dichlormethan/Methanol-Gemisches (99:1, v/v) im Ultraschallbad 15 min lang<br />
extrahiert. Nach jedem Extraktionsschritt wurde <strong>der</strong> Lösemittelüberstand über eine<br />
Vakuummembranfilteranlage abdekantiert und abfiltriert. Nach dem letzten Extraktionsschritt<br />
wurde die gesamte Probe auf den Membranfilter gegeben und <strong>der</strong> Filterkuchen mit dem<br />
Lösemittelgemisch gut gespült. Die vereinigten Extraktlösungen wurden zusammen mit den<br />
Extrakten <strong>der</strong> alkalischen Hydrolyse am Rotationsverdampfer volumenreduziert, über Nacht<br />
mit Natriumsulfat getrocknet, über Natriumsulfat filtriert, erneut volumenreduziert und<br />
quantitativ in einen Spitzkolben überführt. Das verbleibende Lösemittel wurde mit Stickstoff<br />
abgeblasen und <strong>der</strong> Extrakt nach Erreichen <strong>der</strong> Gewichtskonstanz ausgewogen.<br />
4.1.4 INTERNE STANDARDISIERUNG DER GESAMTEXTRAKTE<br />
Um eventuelle Verluste von Biomarkern während <strong>der</strong> weiteren Probenaufarbeitung<br />
nachvollziehen und ausgleichen zu können, wurden den Proben vor <strong>der</strong> Asphaltenfällung<br />
Standardverbindungen (Interne Standards, ISTD) in definierter Menge zugefügt. Dabei wurde<br />
davon ausgegangen, dass sich die Aufarbeitungsverluste <strong>der</strong> organischen Verbindungen einer<br />
Probe proportional zu den Verlusten <strong>der</strong> Standardverbindungen verhalten. Unter dieser<br />
Annahme wurde die Quantifizierung <strong>der</strong> in den Proben detektierten Substanzen relativ zur<br />
Standardsubstanz durchgeführt. Weiterhin wurden die Standardsubstanzen so gewählt, dass<br />
sich in den nach den Gruppentrennungen erhaltenen Fraktionen jeweils eine<br />
60
METHODEN<br />
Standardverbindung befand, anhand <strong>der</strong>er eine Verlustabschätzung und Quantifizierung<br />
erfolgte.<br />
Als Standards wurden Squalan, d 10 -Anthracen, 5α-Androstan-3β-on, 5α-Androstan-<br />
3β-ol und Erucasäure (n-C 22:1 -Carbonsäure) hinzu gegeben. Die Mengen <strong>der</strong> Standards<br />
wurden anhand <strong>der</strong> Auswaage des Gesamtextrakts festgelegt, um die starken Schwankungen<br />
<strong>der</strong> Extraktausbeuten zu berücksichtigen.<br />
4.1.5 ABTRENNUNG DER IN N-HEXAN UNLÖSLICHEN KOMPONENTEN (ASPHALTEN-<br />
FÄLLUNG)<br />
Eine Abtrennung <strong>der</strong> Asphaltene (dem Kerogen nahe stehendes, allerdings in organischen<br />
Lösemitteln lösliches Material) ist notwendig, um einerseits mehrere Gesamtextrakte<br />
hintereinan<strong>der</strong> gaschromatographisch messen zu können (eine Linerbelegung durch<br />
Asphaltene würde nicht reproduzierbare Ergebnisse erzeugen) und an<strong>der</strong>erseits die<br />
säulenchromatographischen Gruppentrennungen quantitativ durchführen zu können<br />
(n-hexanlösliche Bestandteile können in die Asphaltene eingeschlossen werden und auf <strong>der</strong><br />
Säule verbleiben).<br />
Der Gesamtextrakt wurde in 250 µl Dichlormethan gelöst/suspendiert, und die in<br />
n-Hexan unlöslichen Komponenten wurden mit einem Überschuss an n-Hexan (10 ml) gefällt.<br />
Die Suspension wurde im Ultraschallbad dispergiert und über eine Schicht Natriumsulfat<br />
filtriert (Glastrichter mit einem Watteverschluss und einer 1 cm starken Na 2 SO 4 -Schicht). Der<br />
Filtrationsrückstand wurde mit etwa 30 ml n-Hexan gespült und das Filtrat am<br />
Rotationsverdampfer eingeengt, in ein Präparategläschen überführt und im Stickstoffstrom bis<br />
zur Gewichtskonstanz eingedampft. Dieser in n-Hexan lösliche Extrakt wird als “lösliches<br />
Bitumen” bezeichnet. Die Asphaltene, <strong>der</strong> Filtrationsrückstand, wurden mit Dichlormethan<br />
und Methanol in Lösung gebracht und ebenfalls nach Entfernen des Lösemittels ausgewogen.<br />
4.1.6 SÄULENCHROMATOGRAPHISCHE TRENNUNG DES LÖSLICHEN BITUMENS<br />
● Chromatographische Abtrennung <strong>der</strong> aliphatischen und aromatischen Kohlenwasserstoffe<br />
von den Heterokomponenten.<br />
Um einen schnellen und quantitativen Zugang zu den n-Alkanen zu erhalten, wurden diese<br />
zusammen mit den aliphatischen, alicyclischen und aromatischen Kohlenwasserstoffen von<br />
den Heterokomponenten (N-, S- o<strong>der</strong> O-Atome enthaltende Verbindungen) aus einem Aliquot<br />
des löslichen Bitumens abgetrennt.<br />
61
METHODEN<br />
Dazu wurde eine mit Watte verstopfte Glassäule (1,6 cm ID, 30 cm lang) unter<br />
stetigem Klopfen mit 16 g Kieselgel 100 (63-200 µm, 2 h aktiviert bei 190°C und desaktiviert<br />
mit 5% H 2 O) befüllt und mit 5 g NaSO 4 (p.A.) überschichtet. Die Konditionierung <strong>der</strong> Säule<br />
erfolgte mit 50 ml n-Hexan. Der zu trennende Gesamtextrakt wurde in n-Hexan gelöst, 5 min<br />
im Ultraschallbad suspendiert und auf die Säule gegeben. Die Fraktion <strong>der</strong> aliphatischen<br />
Kohlenwasserstoffe wurde mit 40 ml n-Hexan, die <strong>der</strong> aromatischen Kohlenwasserstoffe mit<br />
60 ml 10% Dichlormethan in n-Hexan und die <strong>der</strong> Heterokomponenten mit 80 ml 10%<br />
Methanol in Dichlormethan von <strong>der</strong> Säule eluiert. Die erhaltenen Fraktionen wurden im<br />
Vakuum volumenreduziert, in gewogene Präparategläschen überführt und bis zur<br />
Gewichtskonstanz im Stickstoffstrom eingedampft.<br />
● Abtrennung cyclischer und verzweigter Verbindungen in <strong>der</strong> Aliphatenfraktion<br />
durch Harnstoffadduktion<br />
Um die geradkettigen n-Alkane von den verzweigten und cyclischen Verbindungen<br />
abzutrennen, wurde ein Aliquot <strong>der</strong> Aliphatenfraktion in einem 10 ml-Zentrifugengläschen in<br />
1 ml n-Hexan gelöst. Um das Kristallisieren des Harnstoffs zu unterstützen, wurden 5 µg<br />
Tetracosan (n-C 40 H 82 ) zugesetzt. Unter Schütteln wurden 0,5 ml Aceton und 1 ml einer<br />
gesättigten methanolischen Harnstofflösung zugegeben. Die dabei ausgefallenen weißen<br />
Harnstoffkristalle wurden im Stickstoffstrom (ohne Erwärmung) getrocknet. Anschließend<br />
wurde die Nonaddukt-Fraktion durch Extraktion mit 4 x 8 ml n-Hexan gewonnen. Diese<br />
Prozedur umfasste nach <strong>der</strong> Zugabe von n-Hexan eine kurze Dispersion im Ultraschallbad<br />
(ca. 30 s), 10 min Zentrifugieren (3000 min -1 ) und anschließendes Abpipettieren <strong>der</strong><br />
überstehenden farblosen Lösung. Die Fraktion wurde am Rotationsverdampfer eingeengt und<br />
im Stickstoffstrom getrocknet. An <strong>der</strong> erhaltenen Nonaddukt-Fraktion wurde die<br />
Harnstoffadduktion ein zweites Mal wie<strong>der</strong>holt. Die Addukte wurden anschließend in Wasser<br />
gelöst, vereinigt und mit 5 x 4 ml n-Hexan im Zentrifugengläschen extrahiert. Die über<br />
Natriumsulfat getrockneten Extrakte wurden am Rotationsverdampfer volumenreduziert,<br />
quantitativ in ein Präparategläschen überführt und im Stickstoffstrom bis zur<br />
Gewichtskonstanz getrocknet.<br />
4.1.7 SÄULENCHROMATOGRAPHISCHE TRENNUNG DER HETEROKOMPONENTENFRAKTION<br />
Da die Fraktionen <strong>der</strong> Heterokomponenten in den untersuchten Pflanzenproben weniger<br />
komplex als z.B. in den entsprechenden Torfen sind, wurde auf eine Flash-Chromatographie,<br />
62
METHODEN<br />
wie sie Gramberg (1995) entwickelte, verzichtet. Statt dessen wurden die Fettsäuren <strong>der</strong><br />
NSO-Fraktion mittels einer mit Kaliumhydroxid belegten Kieselgelsäule von <strong>der</strong><br />
Neutralfraktion, welche Alkohole, Steroidalkohole etc. umfasst, getrennt. In dieser Säule<br />
werden die Fettsäuren durch das mit KOH belegte Kieselgel in ihre Kaliumsalze überführt,<br />
die aufgrund ihrer hohen Polarität an den Silanolgruppen des Kieselgels adsorbiert werden.<br />
Für diese Trennung wurden 4 g Kieselgel 100 (63-200 µm, 2 h bei 180°C aktiviert)<br />
mit 10 ml 5%iger KOH-Lösung in Isopropanol versetzt, in 25 ml Dichlormethan<br />
aufgeschlämmt und blasenfrei in eine mit Watte verstopfte Glassäule (1 cm ID, 20 cm lang)<br />
gefüllt. Nach dem Ablassen des Lösungsmittels bis etwa 2 cm über <strong>der</strong> Kieselgeloberfläche<br />
wurde mit 1 cm Natriumsulfat (p.A.) überschichtet. Die Konditionierung erfolgte mit 80 ml<br />
Dichlormethan. Nach dem Aufgeben <strong>der</strong> in Dichlormethan gelösten NSO-Fraktion wurde die<br />
Neutralfraktion mit 120 ml Dichlormethan von <strong>der</strong> Säule eluiert. Anschließend wurden die<br />
Fettsäuresalze mit 80 ml 2%iger Ameisensäure in Dichlormethan in freie Fettsäuren überführt<br />
und diese mit 80 ml Dichlormethan von <strong>der</strong> Säule eluiert. Die erhaltenen Fraktionen wurden<br />
am Rotationsverdampfer volumenreduziert, in gewogene Präparategläschen überführt und im<br />
Stickstoffstrom bis zur Gewichtskonstanz eingedampft.<br />
4.2 GASCHROMATOGRAPHISCHE UND GASCHROMATOGRAPHISCH/<br />
MASSENSPEKTROMETRISCHE ANALYTIK<br />
Um Verbindungen gaschromatographisch besser trennen bzw. erfassen zu können, müssen<br />
solche Komponenten, die eine o<strong>der</strong> mehrere freie funktionelle Gruppen tragen (i.d.R. -COOH<br />
und/o<strong>der</strong> -OH) <strong>der</strong>ivatisiert, d.h. verestert und/o<strong>der</strong> verethert werden. Die Verbindungen<br />
werden dadurch an apolaren Säulen (z.B. HP-1, DB-5) chromatographisch trennbar.<br />
4.2.1 DERIVATSIERUNG DES PROBENMATERIALS<br />
Vor <strong>der</strong> Derivatisierung wurden die Fraktionen geteilt, um einerseits Rückstellproben für<br />
weitere Messungen zu haben und um an<strong>der</strong>erseits bei hohen Fraktionsauswaagen die<br />
Ionenquelle <strong>der</strong> Massenspektrometer nicht zu überlasten.<br />
● Trimethylsilylierung mittels MSTFA<br />
Die Proben wurden entsprechend ihrer Auswaage geteilt, sodass beim löslichen Bitumen eine<br />
Gesamtkonzentration aller Verbindungen von ca. 2 mg/ml, bei den weiteren Fraktionen von<br />
ca. 1 mg/ml erhalten wurde. Das entsprechende Aliquot wurde in 25 µl DCM abgenommen<br />
und zusammen mit 25 µl N-Methyl-N-(trimethylsilyl)-trifluoracetamid (MSTFA, F 3 C-CO-<br />
63
METHODEN<br />
N(CH 3 )-Si(CH 3 ) 3 ) im Microvial im Ultraschallbad suspendiert. Die Gläschen wurden eine<br />
Stunde bei 70°C in den Trockenschrank gegeben, wobei die Carboxyl- und<br />
Hydroxylverbindungen mittels des MSTFA unter Abspaltung des Methyl-N-trifluoracetamids<br />
in ihre Trimethylsilyl<strong>der</strong>ivate überführt wurden.<br />
4.2.2 GASCHROMATOGRAPHISCHE ANALYTIK<br />
Die Datenaufnahme erfolgte online mit einem Rechnersystem <strong>der</strong> Firma Hewlett Packard und<br />
die Datenauswertung mit <strong>der</strong> Software HPChemStation A.04.01 (Hewlett Packard).<br />
Tab. 4.2.1: Aufnahmebedingungen <strong>der</strong> GC/FID-Analyse.<br />
Gaschromatograph HP 5890 Serie II<br />
Injektor Gerstel® KAS 3<br />
Temperaturprogramm 60°C (5 s) → 8°C/s → 300°C (60 s)<br />
Inj.-Volumen<br />
Trägergas<br />
Trennsäule<br />
Temperaturprogramm<br />
Detektor<br />
1 µl (Autosampler)<br />
Helium, lineare Flussgeschwindigkeit von 25 cm/s<br />
30 m x 0,25 mm ID Quarzkapillare (J&W Scientific)<br />
DB-5; 0,25 µm Filmdicke<br />
60°C (1 min) → 3°C/min → 305°C (50 min)<br />
FID (Flammenionisierungsdetektor)<br />
4.2.3 GASCHROMATOGRAPHISCH/MASSENSPEKTROMETRISCHE ANALYTIK<br />
Tab. 4.2.2: Aufnahmebedingungen <strong>der</strong> GC/MS-Analyse.<br />
Gaschromatograph HP 5890 Serie II<br />
Injektor Gerstel® KAS 3<br />
Temperaturprogramm 60°C (5 s) → 8°C/s → 300°C (60 s)<br />
Inj.-Volumen<br />
Trägergas<br />
1µl (Autosampler)<br />
Helium, lineare Flussgeschwindigkeit von 24 cm/s<br />
64
METHODEN<br />
Fortsetzung Tab. 4.2.2: Aufnahmebedingungen <strong>der</strong> GC/MS-Analyse.<br />
Trennsäule<br />
Temperaturprogramm<br />
Massenspektrometer<br />
Ionisierungsenergie<br />
Scangeschwindigkeit<br />
Scanbereich<br />
60 m x 0,25 mm ID Quarzkapillare<br />
HP-1 MS; 0,25 µm Filmdicke<br />
60°C (2 min) → 15°C/min → 150°C → 2°C/min →<br />
300°C (45 min)<br />
MAT 95 Q<br />
70 eV<br />
1,2 scans/s<br />
50-700 u<br />
Die Datenaufnahme erfolgte online mit einem Rechnersystem <strong>der</strong> Firma Digital (jetzt<br />
Chrompack) und die Datenauswertung mit <strong>der</strong> Software ICIS 8.2.1 (Thermo Finnigan,<br />
Egelsbach, Deutschland).<br />
4.1.1 IDENTIFIZIERUNG VON VERBINDUNGEN<br />
● Homologe Reihen<br />
Die Identifizierung <strong>der</strong> n-Alkane, n-Alkohole und n-Fettsäuren erfolgte in den<br />
Gaschromatogrammen <strong>der</strong> Aliphaten- bzw. Gesamtfraktion aufgrund von Vergleichen<br />
relativer Retentionszeiten mit Standardgemischen. Charakteristische Fragmente im<br />
Massenspektrum und Gesetzmäßigkeiten <strong>der</strong> homologen Reihen wurden ebenfalls<br />
herangezogen.<br />
Die Zuordnung <strong>der</strong> ω-Hydroxycarbonsäuren erfolgte unter Berücksichtigung <strong>der</strong><br />
Gesetzmäßigkeit <strong>der</strong> homologen Reihe durch Vergleich charakteristischer Fragmente im<br />
Massenspektrum.<br />
● Sterole, Triterpenoidketone und -alkohole<br />
Die Identifizierung <strong>der</strong> Steroidalkohole und <strong>der</strong> pentacyclischen Triterpenoidketone und<br />
-alkohole basierte auf dem Vergleich von relativen Retentionszeiten in den<br />
Chromatogrammen und vor allem <strong>der</strong> charakteristischen Massenfragmente dieser<br />
Verbindungen mit publizierten Daten (u.a. Budzikiewicz und Djerassi, 1961; Djerassi et al.,<br />
1962; Budzikiewicz et al., 1963; Palmer und Bowden, 1977; Ekman und Ketola, 1981; Itoh et<br />
al., 1982; Burnouf-Radosevich et al., 1985; Noble et al., 1985; ten Haven et al., 1987;<br />
Volkman et al., 1987; Matsunaga et al., 1988; ten Haven et al., 1992a, 1992b; Killops und<br />
Frewin, 1994; Logan und Eglinton, 1994; Rullkötter et al., 1994; Heinzen et al., 1996; Vilegas<br />
65
METHODEN<br />
et al., 1997 und Massenspektrendatenbank NIST (National Institute of Standards and<br />
Technology, USA)).<br />
In Tab. 4.3.3 werden alle identifizierten Triterpenoide nach ihrer Retentionszeit<br />
aufgelistet und die entsprechenden diagnostischen Fragmente aufgeführt. Die Massenspektren<br />
einiger ausgewählter unbekannter Verbindungen sind im Anhang in Abschnitt 9.2.1<br />
aufgeführt.<br />
Tab. 4.2.3: Liste <strong>der</strong> identifizierten Triterpenoide mit ihren diagnostischen Fragmenten.<br />
Retentionszeit<br />
[min]<br />
(60m HP-1)<br />
Verbindung<br />
Diagnostische Fragmente (relative Intensität)<br />
Molekülion ist fett gedruckt<br />
(als TMS-Ether und -Ester gemessen)<br />
01:29:56 epi-Taraxerol 498(10), 483(3), 408(2), 393(10), 359(3), 284,<br />
296, 204(100), 190(95), 189(35), 147, 135.<br />
121(60), 73<br />
01:32:13 Taraxerenon 424, 409, 300(90), 285(60), 204(100), 189(30),<br />
133 (45)<br />
Referenz 1)<br />
(Herkunft des<br />
Referenzspektrums)<br />
9 (TMS-Ether)<br />
01:33:02 Oleanenon 424, 409, 218(100), 203, 189 1<br />
01:34:24 Isomultiflorenon 424(25), 409, 300, 271, 257(50), 245(40), 218, 1; 2<br />
205(100), 191, 149, 109, 95<br />
01:34:51 Ursenon 424, 409, 218(100), 203, 189, 147, 95, 55<br />
01:34:56 Lupenon 424, 409, 381, 368, 342, 313(40), 245, 218, 1; 2<br />
205(100), 189, 161, 149, 135, 123, 121,<br />
109(60), 95, 81, 69, 55<br />
01:35:01 Taraxerol 498(20), 483(10), 393, 374(30), 359(20), 3 (TMS-Ether)<br />
284(20), 257(10), 218(35), 204(100), 189(30),<br />
175, 147, 135, 121, 73<br />
01:35:28 δ-Amyrin 498, 483, 279, 229, 218, 204, 189, 3 (TMS-Ether)<br />
01:36:04 β-Amyrin 498, 483, 218(100), 203>189, 73 4 (TMS-Ether)<br />
01:36:21 Lupanon 426, 277, 274, 259, 218, 205(100), 109, 95, 55 2<br />
01:36:33 Glutinon 424, 274(100), 259, 218, 119, 109, 95, 55 1<br />
01:36:47 epi-Glutinol 498, 483, 408(23), 393 (20), 274(47), 259(45), 5 (freier Alkohol)<br />
205(20), 187(30), 173, 149, 134(100), 129(55),<br />
95, 73, 55<br />
01:36:55 Multiflorenon 424(10), 409, 271, 257(23), 245(30), 218(100), 2<br />
205(60), 109, 95<br />
01:37:41 α-Amyrin 498, 483, 218(100), 203
METHODEN<br />
Fortsetzung Tab. 4.2.3: Liste <strong>der</strong> identifizierten Triterpenoide mit ihren diagnostischen<br />
Fragmenten.<br />
Retentionszeit<br />
[min]<br />
(60m HP-1)<br />
Verbindung Diagnostische Fragmente (relative Intensität)<br />
Molekülion ist fett gedruckt<br />
(als TMS-Ether und -Ester gemessen)<br />
Referenz 1)<br />
(Herkunft des<br />
Referenzspektrums)<br />
01:42:09 Ursolsäure 600, 585, 482, 320(100), 279, 203(95), 4 (TMS-Ether und<br />
189(35), 133(35), 119, 73(40)<br />
-Ester)<br />
01:42:45 Friedelin 426(45), 411, 341, 302(30), 273(50), 246, 218, 1; 2<br />
205, 191, 179, 163, 149, 137, 123, 109,<br />
95(100), 75, 69, 55(50)<br />
01:42:47 Glutinol 498, 454, 408, 274(100), 259(81) 7 (Acetat)<br />
01:43:35 Erythrodiol 586, 571, 496, 216,203,189 4 (TMS-Ether)<br />
01:44:47 Uvaol 586(-), 571, 496(95), 481, 216(100), 203, 189, 8 (TMS-Ether)<br />
161<br />
01:47:54 Betulin 586, 571, 496(68), 483(70), 393(50), 279, 229, 8 (TMS-Ether)<br />
216, 203(95), 191, 189(100), 147, 135, 109, 95<br />
01:48:15 Betulinaldehyd 512(35), 497, 484, 496, 422, 383, 292, 279,<br />
245, 217, 203(30), 189(100), 175, 135(45)<br />
01:49:18 Betulinsäure 600, 585, 510, 483, 471, 393, 353, 320(25), 2 (Methylester)<br />
292(30), 279, 226, 203(40), 189(90), 175,<br />
73(100)<br />
1) 1 = Wardroper (1979); 2 = Budzikiewicz et al. (1963); 3 = Killops und Frewin (1994); 4 = Burnouf-<br />
Radosevich et al. (1985); 5 = Ahmad und Atta-ur-Rahman (1994); 6 = NIST; 7 = Matsunaga et al.<br />
(1988); 8 = Heinzen et al. (1996); 9 = Köller (2002)<br />
Die Massenspektren <strong>der</strong> unbekannten Verbindungen sind im Abschnitt 9.2.1 im Anhang abgebildet.<br />
4.2.5 QUANTITATIVE UND SEMIQUANTITATIVE AUSWERTUNG DER IDENTIFIZIERTEN<br />
VERBINDUNGEN<br />
Eine Übertragung <strong>der</strong> qualitativen Identifizierung einzelner Peaks entsprechend <strong>der</strong> GC/MS-<br />
Auswertung auf die GC/FID-Chromatogramme war nicht bei allen Verbindungen möglich.<br />
Da unterschiedliche Säulen benutzt wurden (30 m DB-5 bzw. 60 m HP-1 MS, s. Kap. 4.3.2<br />
bzw. 4.3.3), kam es zu nicht exakt nachvollziehbaren Verschiebungen <strong>der</strong> Retentionszeiten<br />
von Verbindungen, die nicht innerhalb einer homologen Reihe bzw. <strong>der</strong>selben Stoffgruppe<br />
(z.B. Triterpenoidalkohole) anzutreffen waren. Zusätzlich erschwerte die große Zahl <strong>der</strong><br />
verschiedenen Triterpenoide in den meisten Torfproben eine eindeutige Zuordnung im<br />
Gaschromatogramm. Die quantitativen Ergebnisse ausgewählter Verbindungen sind im<br />
Anhang (Tab. 9.1.3) tabellarisch aufgelistet.<br />
● Homologe Reihen<br />
Die Verbindungen <strong>der</strong> homologen Reihen wurden über die Flächen <strong>der</strong> FID-Signale relativ<br />
zum ISTD Squalan (Aliphatenfraktion), Androstanol (lösliche Bitumenfraktion und<br />
Neutralfraktion) quantifiziert.<br />
67
METHODEN<br />
● Triterpenoidketone und -alkohole<br />
Die Gehalte <strong>der</strong> im RIC-Chromatogramm <strong>der</strong> Heterokomponentenfraktion (NSO-Fraktion)<br />
zugeordneten pentacyclischen Triterpenoidketone und -alkohole wurden über ihre<br />
Signalintensitäten relativ zu Androstanon bzw. Androstanol semiquantitativ bestimmt. Die<br />
Gehalte dieser Verbindungen verringerten sich durch Verluste bei <strong>der</strong> weiteren<br />
säulenchromatographischen Auftrennung <strong>der</strong> NSO-Fraktion um den Faktor 2 bis 3 in <strong>der</strong><br />
Neutralfraktion.<br />
4.3 ISOTOPENMASSENSPEKTROMETRISCHE ANALYTIK<br />
Das Verhältnis <strong>der</strong> Kohlenstoffisotope wurde mit einem Isotopenmassenspektrometer MAT<br />
252 <strong>der</strong> Firma Finnigan MAT (Bremen) durch Kopplung mit einem Elementaranalysator (für<br />
das gesamte organische Material) o<strong>der</strong> einem Gaschromatographen (molekulare<br />
Isotopensignatur <strong>der</strong> n-Alkane) ermittelt.<br />
Die Bestimmung <strong>der</strong> Verhältnisse <strong>der</strong> stabilen Isotope 13 C zu 12 C erfolgt durch<br />
kontinuierliche Aufnahme <strong>der</strong> Massenspuren von m/z 44 ( 12 C 16 O2), m/z 45 ( 13 C 16 O2,<br />
12 C 17 O 16 O) und m/z 46 ( 12 C 18 O 16 O,<br />
13 C 17 O 16 O). Die δ 13 C-Werte berechnen sich nach<br />
folgen<strong>der</strong> Formel:<br />
13<br />
<br />
C<br />
12 <br />
13<br />
[<br />
C<br />
P r o b e<br />
C <br />
<br />
1]<br />
1000<br />
(Gl. 7)<br />
13<br />
<br />
C<br />
12 <br />
C<br />
S t a n d a r d <br />
Die Ergebnisse werden als δ 13 C-Wert in Promille relativ zu einem Standard angegeben. Als<br />
Standard wurde Vienna-Pee Dee Belemnite (V-PDB-Standard) verwendet, dessen δ 13 C-Wert<br />
per Definition mit 0‰ angegeben wird. Da dieser Standard nur in begrenzter Menge<br />
verfügbar ist, wurde mit Kohlendioxid als Referenzgas gearbeitet, welches relativ zu dem<br />
PDB-Standard kalibriert wurde. Die Überprüfung <strong>der</strong> Analysen erfolgt durch Messung von<br />
Standardsubstanzen mit bekanntem δ 13 C-Wert (EA: Acetanilid (extern), GC: Squalan<br />
(intern)).<br />
68
METHODEN<br />
4.3.1 ELEMENTARANALYSATOR/ ISOTOPENMASSENSPEKTROMETER -<br />
KOPPLUNG<br />
Für die Messung werden die zuvor entkarbonatisierten Proben (1 M HCl, 200°C, 2 h<br />
abgeraucht) in vorgereinigte Zinn-Kartuschen (Firma Hekatech) eingewogen, per<br />
Autosampler in das Verbrennungsrohr des Elementaranalysators eingebracht und im<br />
Sauerstoffstrom verbrannt. Anschließend wird überschüssiger Sauerstoff an elementarem<br />
Kupfer/Kupferoxid gebunden und Stickoxide zu elementarem Stickstoff reduziert. Die dabei<br />
entstehenden Reaktionsprodukte (N 2 , CO 2 , H 2 O, SO 2 ) werden in einer Edelstahlkapillare<br />
gaschromatographisch aufgetrennt und gelangen nach <strong>der</strong> Entfernung des Wassers an einer<br />
MgClO 4 -Wasserfalle über einen Gasstromteiler in das Isotopenmassenspektrometer (irm-MS;<br />
isotope-ratio-monitoring).<br />
Tab. 4.3.1: Aufnahmebedingungen für die EA/irm-MS-Analyse.<br />
Elementaranalysator Carlo Erba EA 1108<br />
Trägergas<br />
Helium (100 ml/min)<br />
Oxidation<br />
Oxidationsreaktor (Cr 2 O 3 ; Co 2 O 3 /Ag), Sauerstoff<br />
Oxidationstemperatur 1040°C<br />
Reduktion<br />
Reduktionsreaktor (Cu; CuO)<br />
Reduktionstemperatur 650°C<br />
H 2 O-Entfernung<br />
MgClO 4 -Wasserfalle<br />
Trennsäule 2 m x 4 mm ID Stahlsäule, gepackt mit Poropack QS, 80-<br />
100 mesh, Temperatur 40°C<br />
Isotopenmassenspektrometer<br />
MAT 252<br />
Ionisierungsenergie 70 eV<br />
Beschleunigungsspannung 10 kV<br />
4.3.2 GASCHROMATOGRAPHISCH/ISOTOPENMASSENSPEKTROMETRISCHE ANALYTIK<br />
Die Bestimmung des Verhältnisses <strong>der</strong> stabilen Kohlenstoffisotope ( 13 C/ 12 C) einzelner<br />
Komponenten erfolgte durch die Kopplung eines Gaschromatographen (GC) mit einem<br />
Isotopenmassenspektrometer über ein Mikroverbrennungssystem als Interface. Nach<br />
Passieren <strong>der</strong> gaschromatographischen Trennsäule werden die aufgetrennten Komponenten in<br />
dem Verbrennungssystem zu CO 2 oxidiert. Bevor die Verbrennungsgase in das<br />
Massenspektrometer gelangen, wird Wasser mithilfe einer von Helium umströmten Nafion-<br />
69
METHODEN<br />
Membran entfernt. Außerdem werden die bei <strong>der</strong> Verbrennung entstehenden Stickoxide zu<br />
Stickstoff reduziert.<br />
Tab. 4.3.2: Aufnahmebedingungen für die GC/irm-MS-Analyse.<br />
Gaschromatograph<br />
Injektor<br />
Trägergas<br />
Trennsäule<br />
Temperaturprogramm<br />
HP 5890 Serie II<br />
Gerstel® KAS 3; Temperaturprogramm:<br />
60°C (5 s) → 8°C/s → 300°C (60 s); Inj.-Volumen: 1 µl<br />
Helium, lineare Flussgeschwindigkeit von 18,2 cm/s<br />
25 m x 0,32 mm ID Quarzkapillare<br />
Ultra 2 (HP); 0,17 µm Filmdicke<br />
60°C (2 min) → 3°C/min → 305°C (50 min)<br />
Oxidationsreaktor Cu-/Ni-/Pt-Draht; aktiviert mit O 2<br />
32 cm x 0,5 mm ID Al 2 O 3 -Rohr, Temperatur: 940°C<br />
Reduktionsreaktor Cu; 32 cm x 0,5 mm ID Al 2 O 3 -Rohr<br />
Temperatur: 600°C<br />
H 2 O-Entfernung Nafion-Membran, 20 cm x 0,6 mm ID<br />
Isotopenmassenspektrometer<br />
MAT 252<br />
Ionisierungsenergie 70 eV<br />
Beschleunigungsspannung 10 kV<br />
Die Datenaufnahme erfolgte on-line mit <strong>der</strong> Software ISODAT Version 5.2<br />
Die Bestimmung <strong>der</strong> Isotopenverhältnisse erfolgt nach <strong>der</strong> Gleichung 7 als δ 13 C-Werte relativ<br />
zu V-PDB.<br />
4.1 RADIOMETRISCHE ALTERSBESTIMMUNG (RADIOCARBONMETHODE)<br />
An ausgewählten Torfproben aus dem Untersuchungsgebiet wurden zur Unterstützung <strong>der</strong><br />
Entwicklung chemotaxonomischer Kriterien und zur regionalen zeitlichen Einordnung <strong>der</strong><br />
Torfbildung 14 C-Analysen zur Altersbestimmung in Auftrag gegeben. Diese wurden im<br />
Leibniz-Labor für Altersbestimmung und Isotopenforschung (Prof. Dr. P.M. Grootes),<br />
Christian Albrechts Universität in Kiel, unter Verwendung einer mo<strong>der</strong>nen AMS-Anlage<br />
(Accelerator Mass Spectroscopy) durchgeführt.<br />
Die radiometrische Altersbestimmung basiert auf dem Zerfall des in <strong>der</strong> Atmosphäre<br />
kontinuierlich gebildeten Kohlenstoffisotops<br />
14<br />
7<br />
14<br />
6<br />
C, das unter β<br />
- -Zerfall in das Stickstoffisotop<br />
N übergeht. Dabei wird mit <strong>der</strong> AMS-Methode nicht den Zerfall an sich, son<strong>der</strong>n die<br />
Gesamtzahl <strong>der</strong><br />
14 C-Atome im Verhältnis zu 12 C und 13 C in <strong>der</strong> Probe gemessen. Vorteil<br />
70
METHODEN<br />
dieser Methode gegenüber <strong>der</strong> konventionellen 14 C-Bestimmung ist neben deutlich verkürzten<br />
Analysenzeiten, dass nur noch sehr geringe Probenmengen benötigt werden (1-10 mg<br />
Kohlenstoff).<br />
Die Proben wurden zuvor unter dem Mikroskop auf Verunreinigungen kontrolliert und<br />
anschließend mit 1% HCl, 1% NaOH, und nochmals 1% HCl extrahiert. Das durch die Lauge<br />
extrahierte organische Material (Huminsäure-Fraktion) wurde ebenfalls mit HCl<br />
nie<strong>der</strong>geschlagen, gewaschen, getrocknet und parallel zum Laugenrückstand in einer mit CuO<br />
und Silberwolle gefüllten Quarzampulle bei 900°C verbrannt. Das resultierende CO 2 aller<br />
Probenfraktionen wurde dann mit H 2 bei 600°C über einem Eisenkatalysator zu Graphit<br />
reduziert und das Eisen-Graphitgemisch in einem Probenhalter für die AMS-Messung<br />
gepresst. Die 14 C-Konzentration <strong>der</strong> Proben ergibt sich aus dem Vergleich <strong>der</strong> simultan<br />
ermittelten 14 C-, 13 C-, und 12 C-Gehalte mit denen des CO 2 -Meßstandards (Oxalsäure) sowie<br />
geeigneter Nulleffekt-Proben (Kohle).<br />
4.5 PALÄOBOTANISCHE METHODEN<br />
Die Analyse pflanzlicher Großreste konzentriert sich auf die Identifizierung von Früchten und<br />
Samen sowie Blatt- und Holzresten in den Torfproben. Bei stark zersetzten Torfen ist <strong>der</strong><br />
Informationsgehalt <strong>der</strong> Großrestanalyse gering und sollte daher idealerweise durch eine<br />
geochemische Analyse ergänzt werden.<br />
Die botanischen Großrestanalysen wurden von Herrn Bartels (Bodenphysikalisches<br />
Labor <strong>der</strong> Landwirtschaftlichen Untersuchungs- und Forschungsanstalt Oldenburg, LUFA)<br />
durchgeführt. Dazu wurde ein repräsentativer Anteil <strong>der</strong> ungetrockneten Probe (ca. 50 ml aus<br />
200 ml homogenisierter Mischprobe) mit verdünnter Kalilauge (2 Mol/l) aufgeschlämmt und<br />
bis zum Sieden erhitzt. Nach dem Abspülen <strong>der</strong> gereinigten Großreste mit destilliertem<br />
Wasser erfolgte die botanische Charakterisierung <strong>der</strong> Pflanzenreste im Auflicht- o<strong>der</strong><br />
Durchlicht-Mikroskop. In Abhängigkeit vom Erhaltungspotential <strong>der</strong> einzelnen Pflanzenteile<br />
und dem Zersetzungsgrad <strong>der</strong> Torfe ist häufig eine Zuordnung bis auf das Artniveau möglich.<br />
Im Anhang sind die Ergebnisse <strong>der</strong> durchgeführten Großrestanalysen tabellarisch<br />
zusammengefasst und durch Mikroskopaufnahmen repräsentativer Großreste aus den<br />
Torfablagerungen des Untersuchungsgebiets ergänzt (Abb. 9.3.4).<br />
71
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
5. GEOCHEMISCHE UNTERSUCHUNGEN AN TORFBILDENDEN<br />
PFLANZEN<br />
5.1 ELEMENTARANALYSE UND PAUSCHALE KOHLENSTOFFISOTOPEN-<br />
SIGNATUR<br />
Tab. 5.1.1: Elementgehalte und pauschale Kohlenstoffisotopensignatur ausgesuchter Pflanzenproben<br />
(vollständige Übersicht siehe Anhang 9.1.1).<br />
Pflanze Pflanzenteil Vorkommen TOC [ %] N-ges.[%] C/N δ 13 C TOC [‰]<br />
Phragmites australis (Ol-Wechloy) Blätter Nie<strong>der</strong>moor 52,5 2,52 21 -28,74<br />
Phragmites australis (Ol-Wechloy) Stängel Nie<strong>der</strong>moor 65,2 0,6 108 -<br />
Phragmites australis (Ol-Wechloy) Rhizome Nie<strong>der</strong>moor 38,2 0,6 64 -27,75<br />
Phragmites australis (Ol-Wechloy) zersetzte Blätter Nie<strong>der</strong>moor 43,5 1,75 25 -26,81<br />
Phragmites australis (Dangast) Blätter Nie<strong>der</strong>moor 41,8 0 - -<br />
Phragmites australis (Dangast) Stängel Nie<strong>der</strong>moor 46,6 0 - -26,58<br />
Phragmites australis (Dangast) Rhizome Nie<strong>der</strong>moor 39,1 0 - -25,78<br />
Thelypteris palustris Blätter Bruchwald 51,2 2,87 18 -28,82<br />
Thelypteris palustris Stängel Bruchwald 43,7 0,67 65 -27,13<br />
Thelypteris palustris Speicherknoten Bruchwald 44,0 1,85 24 -27,05<br />
Thelypteris palustris Feinwurzeln Bruchwald 48,7 1,46 33 -28,11<br />
Thelytperis palustris zersetzte Blätter Bruchwald 62,8 3,33 19 -<br />
Typha latifolia Blätter Nie<strong>der</strong>moor 43,5 1,4 31 -28,91<br />
Typha latifolia Wurzeln Nie<strong>der</strong>moor 45,1 1,15 39 -27,86<br />
Typha latifolia Feinwurzeln Nie<strong>der</strong>moor 37,1 0,51 73 -<br />
Juncus effusus Blätter Nie<strong>der</strong>moor 40,8 1,23 33 -27,72<br />
Juncus effusus Feinwurzeln Nie<strong>der</strong>moor 44,6 1,02 45 -26,99<br />
Calluna vulgaris Blätter + Blüten Hochmoor 50,7 1,31 39 -31,59<br />
Calluna vulgaris Stängel Hochmoor 47,1 0,51 92 -31,48<br />
Calluna vulgaris Wurzeln Hochmoor 45,4 0,38 120 -31,52<br />
Erica tetralix Blüten Hochmoor 51,6 0,77 67 -<br />
Erica tetralix Blätter Hochmoor 54,5 0 - -28,48<br />
Erica tetralix Stängel + Wurzeln Hochmoor 48,0 0,38 126 -27,32<br />
Erica tetralix zersetzte Blätter Hochmoor 52,1 0,63 83 -<br />
Lycopus europaeus Blätter + Stängel Nie<strong>der</strong>moor 45,0 1,27 35 -28,86<br />
Molinia caerulea Blätter Übergangsmoor 48,6 0,56 87 -27,81<br />
Molinia caerulea Stielschaft Übergangsmoor 47,1 0,82 57 -27,17<br />
Molinia caerulea Feinwurzeln Übergangsmoor 45,4 1,29 35 -27,03<br />
Betula pubescens frische Rinde Bruchwald 58,5 0 - -26,47<br />
Pinus sylvestris Nadeln Bruchwald 44,2 1,39 32 -27,48<br />
Pinus sylvestris Äste Bruchwald 48,4 0,86 56 -27,07<br />
Pinus sylvestris Rinde Bruchwald 51,5 0 - -25,76<br />
Zostera marina Blätter marin 34,5 2,32 15 -14,23<br />
Zostera noltii Blätter marin 34,7 2,67 13 -13,89<br />
Im Gegensatz zum prozentualen Anteil des organischen Kohlenstoffs (TOC) in den einzelnen<br />
Pflanzenteilen zeigt <strong>der</strong> prozentuale Stickstoffanteil einen allgemeinen Trend, unabhängig<br />
davon, ob es sich dabei um eine Nie<strong>der</strong>moorpflanze o<strong>der</strong> um typische Hochmoorvegetation<br />
72
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
handelt. Der prozentuale Stickstoffanteil ist in den jeweiligen Pflanzenblättern am höchsten<br />
und nimmt bereits in den Stängeln deutlich ab. Die unterirdischen Pflanzenteile (Wurzeln,<br />
Feinwurzeln und Rhizome) enthalten in <strong>der</strong> Regel die geringsten Mengen an Stickstoff. In den<br />
Pflanzenblättern beträgt <strong>der</strong> Gesamtstickstoffanteil 0,7-2,9 %, in den Stängeln 0,4-1,1% und<br />
in den Wurzeln noch maximal 0,2-0,9%. Eine Ausnahme bilden die Speicherknoten des<br />
Sumpffarns (Thelypteris palustris), die deutlich mehr Stickstoff enthalten als die<br />
entsprechenden Stängel und Wurzeln <strong>der</strong> Pflanze, und das Pfeifengras (Molinia caerulea), das<br />
in den Wurzeln den höchsten Stickstoffgehalt aufweist und entgegen dem allgemeinen Trend<br />
in den Blättern den geringsten. Eine weitere Ausnahme bilden die analysierten Schilfpflanzen<br />
(Phragmites australis) aus Dangast. Hier wurde in keinem Pflanzenteil Stickstoff<br />
nachgewiesen. Dies könnte ein Hinweis auf einen Mangel an Nährstoffen sein, <strong>der</strong> evtl. aus<br />
den regelmäßigen Überschwemmungen mit relativ nährstoffarmem Meerwasser<br />
zurückzuführen ist. Dafür spricht auch die im Vergleich zu den an<strong>der</strong>en beprobten<br />
Schilfstandorten (Edewecht und Oldenburg-Wechloy) sehr geringe Wuchshöhe und<br />
Wuchsdichte.<br />
Aus den ermittelten Gehalten an organischem Kohlenstoff und Gesamtstickstoff lassen<br />
sich die C org /N-Verhältnisse <strong>der</strong> Proben bestimmen. Die Anwesenheit o<strong>der</strong> Abwesenheit von<br />
Cellulose in den pflanzlichen Quellen des organischen Materials beeinflusst das C/N-<br />
Verhältnis maßgeblich. Hierbei ist vor allem <strong>der</strong> Anteil an zellwandverstärkenden<br />
Polysacchariden im pflanzlichen Ausgangsmaterial für den Kohlenstoffgehalt und damit das<br />
C/N-Verhältnis ausschlaggebend. Nicht-vaskuläre Organismen (Algen, Plankton) erzeugen<br />
durch geringe Cellulose-Gehalte niedrige C/N-Verhältnisse, dagegen vaskuläre Landpflanzen<br />
aufgrund ihrer hohen Cellulose-Gehalte C/N-Verhältnisse von 20 und weit darüber (Meyers<br />
und Ishiwatari, 1993). Beson<strong>der</strong>s hohe Verhältnisse haben Pflanzenteile mit hohem Holzanteil<br />
(C/N >200).<br />
Die C/N-Verhältnisse rezenter torfbilden<strong>der</strong> Pflanzen variieren ebenso deutlich wie<br />
<strong>der</strong> Gesamtstickstoffgehalt <strong>der</strong> Pflanzen. In den Blättern typischer Nie<strong>der</strong>moorpflanzen liegen<br />
die C/N-Werte aufgrund <strong>der</strong> besseren Nährstoffversorgung erwartungsgemäß niedriger. Die<br />
C/N-Werte in den Blättern reichen von 18 (Thelypteris palustris) bis 35 (Lycopus europaeus),<br />
hingegen reichen die C/N-Werte für die Blätter typischer Hochmoorvegetation von 39<br />
(Calluna vulgaris) bis 67 (Erica tetralix). Dies entspricht den Erwartungen, da diese Pflanzen<br />
durch den extremen Nährstoffmangel an ihrem Standort bedingte Bauverän<strong>der</strong>ungen<br />
ausbilden mit kleineren Blattflächen, dicker Epi<strong>der</strong>mis und Cuticula, so genannte<br />
Peinomorphosen. Der peinomorphe Bau <strong>der</strong> typischen Hochmoorvegetation erlaubt es den<br />
73
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
Pflanzen, selbst an trockenen Tagen die Spaltöffnungen <strong>der</strong> Blätter offen zu lassen, also<br />
gleichmäßig zu transpirieren und durch reichlichen Wassernachschub den geringen<br />
Nährstoffgehalt des Hochmoores bis zu einem gewissen Grad auszugleichen. An<strong>der</strong>erseits<br />
ermöglichen ihnen ihre kräftige Cuticula und ihr guter Spaltenschluß, übermäßige<br />
Transpirationsverluste zu vermeiden, wenn ihr Wurzelraum ausnahmsweise stark austrocknet<br />
o<strong>der</strong> im Winter tief gefroren ist (Ellenberg, 1996).<br />
Ein beson<strong>der</strong>s niedriger Celluloseanteil kennzeichnet das Echte Seegras (Zostera<br />
marina) und das Zwerg-Seegras (Zostera noltii) mit einem C/N-Verhältnis von 15 bzw. 13<br />
und gibt damit bereits einen Hinweis auf den marinen Lebensraum dieser Pflanzen, in dem<br />
auf einen hohen zellwandverstärkenden Celluloseanteil verzichtet werden kann.<br />
Die pauschalen Kohlenstoffisotopenwerte (δ 13 C TOC ) erlauben aufgrund unterschiedlicher<br />
Isotopenfraktionierungseffekte bei <strong>der</strong> Synthese pflanzlicher Biomasse eine<br />
Unterscheidung nach verwendetem Photosynthesezyklus (Calvin-C 3 -Zyklus o<strong>der</strong> Hatch-<br />
Slack-C 4 -Zyklus) und <strong>der</strong> verwendeten Kohlenstoffquelle (z.B. atmosphärisches<br />
Kohendioxid, gelöstes CO 2 , Hydrogencarbonat) und können demnach als Herkunftsindikator<br />
für das organische Material verwendet werden (Hayes, 1993).<br />
Da es sich bei den analysierten torfbildenden Pflanzen ausschließlich um terrestrische<br />
Vegetation handelt, <strong>der</strong>en Biosynthese einheitlich nach dem C 3 -Zyklus verläuft, beträgt die<br />
gemessene Isotopenfraktionierung (δ 13 C TOC ) zwischen -25,78‰ (Phragmites australis,<br />
Rhizome Dangast) und -31,59‰ (Calluna vulgaris, Blätter + Blüten) (Tab.5.1.1). Dabei<br />
entsprechen die gemessenen Werte <strong>der</strong> Isotopenfraktionierung den Literaturwerten, die für<br />
C 3 -Pflanzen eine Spanne von -23‰ bis -34‰(TOC) angeben (Schidlowski, 1987).<br />
Auch wenn eine Unterscheidung von Nie<strong>der</strong>moor- und Hochmoorpflanzen anhand <strong>der</strong><br />
δ 13 C TOC -Werte nicht möglich ist, grenzen sie sich jedoch deutlich von den Werten <strong>der</strong><br />
marinen Makroflora ab. Die gemessenen δ 13 C TOC -Werte für das Seegras (Zostera marina,<br />
-14,23‰) und das Zwergseegras (Zostera noltii, -13,89‰) geben einen eindeutigen Hinweis<br />
auf einen unterschiedlichen Isotopenfraktionierungsmechanismus durch Nutzung eines<br />
an<strong>der</strong>en Kohlenstoffpools und die Art <strong>der</strong> Kohlenstofffixierung. Beide Pflanzen assimilieren<br />
CO 2 nach dem Hatch-Slack-(C 4 )-Zyklus und diskriminieren das schwerere 13 C Isotop weniger<br />
stark als C 3 -Pflanzen (Bowes et al., 2002).<br />
74
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
5.2 MOLEKULARE KOHLENSTOFFISOTOPENSIGNATUR DER<br />
BLATTWACHSE<br />
Die in den Pflanzen enthaltenen Lipide sind aufgrund <strong>der</strong> kinetischen Isotopeneffekte bei ihrer<br />
Biosynthese deutlich stärker an 13 C abgereichert und somit isotopisch leichter als die gesamte<br />
Biomasse. Allgemein kann diese stärkere Isotopenfraktionierung individueller n-Alkane 7-11‰<br />
gegenüber <strong>der</strong> gesamten Biomasse betragen und zwar unabhängig vom jeweiligen<br />
Photosyntheseweg (Bi et al., 2005). Für n-Alkane in den Blattwachsen von C 3 -Pflanzen wird<br />
dementsprechend eine Spanne <strong>der</strong> δ 13 C-Werte von -29‰ bis -39‰ angegeben (Collister et al.,<br />
1994; Bi et al., 2005). Obwohl die Variation <strong>der</strong> δ 13 C-Werte zwischen Verbindungen desselben<br />
Organismus bis zu 8‰ betragen kann (Schouten et al., 1998), erlaubt die Analyse <strong>der</strong><br />
Kohlenstoffisotopenzusammensetzungen spezifischer Verbindungen Rückschlüsse auf die<br />
Herkunft des organischen Materials. Die gemessenen δ 13 C-Werte <strong>der</strong> ungeradzahligen n-Alkane<br />
sind in den Tabellen 5.2.1 und 5.2.2 dargestellt. Aufgrund gerätetechnischer Probleme und <strong>der</strong><br />
z.T. sehr geringen Gehalte konnten nicht für alle Pflanzen und <strong>der</strong>en n-Alkan-Homologe δ 13 C-<br />
Werte ermittelt werden.<br />
Tab. 5.2.1: Molekulare Isotopensignatur <strong>der</strong> n-Alkane in den Blattwachsen torfbilden<strong>der</strong> Pflanzen.<br />
Pflanzenblätter<br />
Vorkommen<br />
δ 13 C<br />
n-C 23<br />
δ 13 C<br />
n-C 25<br />
δ 13 C<br />
n-C 27<br />
δ 13 C<br />
n-C 29<br />
δ 13 C<br />
n-C 31<br />
Phragmites australis (Dangast) Nie<strong>der</strong>moor -33,3 -35,6 -35,4 -35,1 -39,1 -<br />
Typha latifolia Nie<strong>der</strong>moor - 31,9 -35,0 -35,8 -35,8 -<br />
δ 13 C<br />
n-C 33<br />
Carex rostrata Nie<strong>der</strong>moor -28,2 -34,3 -34,2 -33,6 -33,7 -32,1<br />
Molinia caerulea Nie<strong>der</strong>moor - -35,6 -33,7 -36,4 -35,1 -<br />
Cladium mariscus Nie<strong>der</strong>moor - -35,4 -35,0 -35,0 -36,5 -<br />
Lycopus europaeus Nie<strong>der</strong>moor - - -36,4 -36,7 -36,8 -38,8<br />
Mentha aquatica Nie<strong>der</strong>moor - - -34,9 -34,2 -39,2 -39,5<br />
Eriophorum angustrifolium Übergangsmoor -34,6 -34,7 -36,6 -35,0 -32,0 -<br />
Thelytperis palustris Übergangsmoor -33,6 -32,5 -33,6 -33,3 - -<br />
Eriophorum vaginatum Hochmoor - -30,3 -31,5 -33,8 -34,0 -34,0<br />
Calluna vulgaris Hochmoor -27,7 -30,9 -36,2 -35,8 -35,3 -35,1<br />
Erica tetralix Hochmoor - -38,6 -33,2 -34,1 -34,6 -34,0<br />
Vaccinium oxycoccus Hochmoor - -31,2 -33,1 -32,6 -30,1 -29,2<br />
Sphagnum palustre (grüner Teil) Hochmoor -38,8 -38,3 -32,8 -33,3 - -<br />
Sphagnum palustre (brauner Teil) Hochmoor -37,3 -36,8 -32,2 -32,8 -33,9 -<br />
Sphagnum magellanicum (grüner Teil) Hochmoor -36,7 -38,2 -31,5 -31,5 -32,1 -<br />
Sphagnum magellanicum (brauner Teil) Hochmoor -36,1 -37,1 -32,6 -31,4 - -<br />
75
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
Tab. 5.2.2: Molekulare Isotopensignatur <strong>der</strong> n-Alkane in den Blattwachsen <strong>der</strong> marinen Makroflora.<br />
Pflanzenblätter<br />
Vorkommen<br />
δ 13 C<br />
n-C 15<br />
δ 13 C<br />
n-C 17<br />
δ 13 C<br />
n-C 19<br />
δ 13 C<br />
n-C 21<br />
δ 13 C<br />
n-C 23<br />
Zostera marina marine Makroflora -11,4 -12,3 -15,0 -14,7 -15,5<br />
Zostera noltii marine Makroflora -12,1 -15,8 -15,0 -14,7 -15,9<br />
Die δ 13 C-Werte <strong>der</strong> n-Alkane in den analysierten torfbilden<strong>der</strong> Pflanzen (Tab. 5.2.1) reichen von<br />
-27,7‰ für n-C 23 in den Blättern <strong>der</strong> Besenheide (Calluna vulgaris) bis -39,5‰ für n-C 33 in den<br />
Blättern <strong>der</strong> Wasserminze (Mentha aquatica) und sind damit isotopisch etwas schwerer als die in<br />
<strong>der</strong> Literatur publizierte Spanne von -32‰ bis -39‰ für C 3 -Pflanzen (Rieley et al., 1991;<br />
Collister et al., 1994). Die ermittelten δ 13 C-Werte erlauben wie auch schon die pauschalen<br />
Kohlenstoffsignaturen keine Unterscheidung von Hochmoor- und Nie<strong>der</strong>moorvegetation. Auch<br />
ist kein allgemeiner Zusammenhang zwischen Isotopensignal und Kettenlänge des jeweiligen<br />
n-Alkans erkennbar. Die Variation <strong>der</strong> δ 13 C-Werte ist offensichtlich auf die natürliche<br />
Schwankungsbreite <strong>der</strong> Einzelverbindungen zurückzuführen, die auf zahlreichen weiteren<br />
Parametern wie Lichtintensität, Temperatur, Alter <strong>der</strong> Pflanze, saisonale Effekte, aber auch<br />
Nährstoffversorgung und Versorgung mit Wasser beruht (z.B. Park und Epstein, 1960). Eine<br />
Übersicht über die z.T. gegenläufig wirkenden Effekte <strong>der</strong> Isotopenfraktionierung bei <strong>der</strong><br />
Biosynthese pflanzlicher Blattwachse wurde von Arens et al. (2000) erstellt (Tab. 5.2.3).<br />
Tab. 5.2.3: Faktoren, die die Kohlenstoffisotopenfraktionierung in C 3 -Pflanzen beeinflussen (nach<br />
Arens et al., 2000).<br />
Faktor Spannweite Richtung Ökologische Bedingungen<br />
Recyceltes CO 2 1-5‰ Negativ Dichte Vegetation ohne große<br />
Luftbewegung o<strong>der</strong> ausgasende Böden<br />
Lichtmangel 5-6‰ Negativ Unterwuchs in Wäl<strong>der</strong>n<br />
Wassermangel 3-6‰ Positiv Arides und semiarides Klima<br />
Osmotischer Stress 3-10‰ Positiv Hochsaline Böden, hoher CO 2 -<br />
Partialdruck<br />
Nährstoffmangel 4‰ Negativ Nährstoffarme Böden (Hochmoor)<br />
Niedrige<br />
Temperaturen<br />
3‰ Negativ Große Höhen, Polarregionen während<br />
<strong>der</strong> Eiszeit<br />
Geringer CO 2 - 3-7‰ Positiv Hohe Gebirge<br />
Partialdruck<br />
Wuchsform 1-3‰ Negativ/positiv Laubbaum, Nadelbaum, Busch, Gras<br />
Alter <strong>der</strong> Pflanze 2‰ Negativ in<br />
Jungpflanzen<br />
Jungpflanze gegenüber ausgewachsener<br />
Pflanze<br />
Intensität <strong>der</strong> UV- 1-3‰ Negativ in <strong>der</strong> Sonnenbeschienene gegenüber<br />
Einstrahlung<br />
Jahreszeitliche<br />
Schwankungen<br />
Sonne<br />
beschatteten Blättern<br />
1-2‰ Negativ/positiv Größte Effekte in semiaridem und<br />
aridem Klima<br />
Demnach ergibt sich die faktisch einzige Isotopenfraktionierung, die zur Faziescharakterisierung<br />
des organischen Materials in den Wattsedimenten geeignet ist, aufgrund <strong>der</strong> Nutzung<br />
unterschiedlicher Kohlendioxidpools mariner und terrestrischer Organismen (siehe Kap. 6.1.2.).<br />
76
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
5.3 n-ALKANE ALS BIOMARKER TORFBILDENDER PFLANZEN<br />
Der Variation <strong>der</strong> n-Alkanverteilung in Pflanzenwachsen sind aufgrund <strong>der</strong> erfor<strong>der</strong>lichen<br />
physiologischen Eigenschaften <strong>der</strong> synthetisierten cuticularen Lipide enge Grenzen gesetzt.<br />
Die Verteilungsmuster <strong>der</strong> im pflanzlichen Primärstoffwechsel synthetisierten n-Alkane<br />
bestimmen die physikalisch-chemischen Eigenschaften <strong>der</strong> Cuticularwachse.<br />
Die Verteilungsmuster <strong>der</strong> n-Alkane zeigen in allen Pflanzenextrakten eine deutliche<br />
ungeradzahlige Bevorzugung, wie sie für Landpflanzenmaterial typisch ist (Eglinton und<br />
Hamilton, 1967). Die signifikante Anreicherung <strong>der</strong> n-Alkane in den Blättern, Blüten und<br />
Früchten <strong>der</strong> Pflanzen weist deutlich auf das Vorkommen <strong>der</strong> n-Alkane als Hauptbestandteile<br />
<strong>der</strong> Cuticularwachse (Wachse <strong>der</strong> Zellabschlusshaut) hin. Dem stehen um einen Faktor drei<br />
bis zehn niedrigere n-Alkangehalte in den Pflanzenstängeln und meist noch geringere Gehalte<br />
in den unterirdischen Teilen <strong>der</strong> Pflanzen (Wurzeln und Rhizome) gegenüber.<br />
Um das hohe chemotaxonomische Potential <strong>der</strong> n-Alkane bei <strong>der</strong> Unterscheidung<br />
verschiedener Vegetations- und Ablagerungsräume nutzen zu können, werden die<br />
charakteristischen n-Alkanverteilungsmuster <strong>der</strong> analysierten Pflanzenproben nach ihren<br />
natürlichen Vegetationsgemeinschaften geordnet vorgestellt.<br />
Die für die Lipidanalysen ausgesuchten torfbildenden Pflanzen wurden jeweils zum<br />
Ende <strong>der</strong> Vegetationsperiode im Spätherbst einem möglichst von anthropogenen Einflüssen<br />
unbeeinträchtigten Standort entnommen, da die Lipidverteilungsmuster im Laufe <strong>der</strong><br />
Vegetationsperiode oft starken Schwankungen unterworfen sind. Grund dafür sind die<br />
biochemischen Prozesse beim Aufbau pflanzlicher Biomasse (Gülz und Boor, 1992). Erst das<br />
reife Pflanzenmaterial am Ende <strong>der</strong> Vegetationsperiode enthält die Lipidzusammensetzung,<br />
die von <strong>der</strong> Pflanze bei dem jahreszeitlich bedingten Absterben ihrer oberirdischen und/o<strong>der</strong><br />
unterirdischen Teile in das Sediment eingetragen werden und die am ehesten Rückschlüsse<br />
auf eine Sediment/Pflanze-Beziehung ermöglichen.<br />
5.3.1 SALZWASSER- UND MEERESSTRANDVEGETATION<br />
An <strong>der</strong> Grenze zwischen <strong>der</strong> offenen Nordsee und dem Festland erstreckt sich das<br />
Wattenmeer mit seiner im Tidenzyklus trockenfallenden Salzwasser- und Meeresstrandvegetation.<br />
Dazu zählen insbeson<strong>der</strong>e das echte Seegras (Zostera marina) und das<br />
Zwergseegras (Zostera noltii). Im Übergangsbereich zum Festland siedelt sich hingegen das<br />
Schlickgras (Spartina maritima) an. Die einzigen hier untersuchten marinen Pflanzen<br />
(Zostera marina, Zostera noltii) unterscheiden sich auch durch ihr n- Alkanverteilungsmuster<br />
77
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
deutlich von dem zu den terrestrischen C 4 -Gräsern gehörenden Schlickgras (Spartina<br />
maritima) (Abb.5.3.1).<br />
µg/g TOC<br />
200<br />
150<br />
100<br />
50<br />
Zwergseegras (Zostera noltii)<br />
0<br />
13 15 17 19 21 23 25 27 29 31 33<br />
Anzahl C-Atome<br />
800<br />
700<br />
600<br />
500<br />
400<br />
300<br />
200<br />
100<br />
Echtes Seegras (Zostera marina)<br />
0<br />
13 15 17 19 21 23 25 27 29 31 33<br />
Anzahl <strong>der</strong> C-Atome<br />
70<br />
60<br />
50<br />
40<br />
30<br />
20<br />
10<br />
Schlickgras (Spartina maritima)<br />
0<br />
17 19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
Anzahl C-Atome<br />
Abb. 5.3.1: n-Alkanverteilungsmuster <strong>der</strong> Pflanzen <strong>der</strong> Seegraswiesen (Zostera marina, Zostera<br />
noltii) im Vergleich zum terrestrischem Schlickgras (Spartina maritima).<br />
Die kurzkettigen n-Alkane sind in diesen Pflanzen stark angereichert. Während das Echte<br />
Seegras (Zostera marina) ein Maximum beim n-C 15 -Alkan zeigt, ist das Maximum in <strong>der</strong><br />
n-Alkanverteilung des Zwergseegrases (Zostera noltii) beim n-C 17 -Alkan. Obwohl die<br />
Gehalte <strong>der</strong> n-Alkane in den Seegräsern relativ hoch sind, wird dieses Verteilungsmuster<br />
selten in Wattsedimenten nachgewiesen. Der Grund dafür ist <strong>der</strong> im Vergleich zum<br />
terrestrischen Material schnellere bakterielle Abbau des aquatischen organischen Materials<br />
(Meyers und Ishiwatari, 1993). Dieser beginnt meist schon in <strong>der</strong> Wassersäule (Kawamura et<br />
al., 1987) und erfasst dabei hauptsächlich die in den aquatischen Pflanzen bevorzugt<br />
vorkommenden kürzerkettigen Verbindungen. Der Nachweis dieser kurzkettigen<br />
Verbindungen in den oberen Wattsedimentschichten kann somit als Indiz für einen beson<strong>der</strong>s<br />
hohen Eintrag von organischem Material mariner Makroflora gelten. Das Schlickgras<br />
(Spartina martima) zeigt ein deutliches Maximum beim n-Nonacosan (C 29 ) und ein<br />
Verteilungsmuster, wie es typisch für Nie<strong>der</strong>moorvegetation bzw. Nie<strong>der</strong>moortorf ist und das<br />
anhand des n-Alkanverteilungsmusters eindeutig von <strong>der</strong> marinen Flora <strong>der</strong> Seegraswiesen<br />
unterschieden werden kann (Abb. 5.3.1).<br />
5.3.2 EUTRAPHENTE RÖHRICHTE UND GROSSSEGGENRIEDE<br />
Zu dieser Vegetationsgemeinschaft gehören die in <strong>der</strong> amphibischen Zone stehen<strong>der</strong> o<strong>der</strong><br />
fließen<strong>der</strong> Gewässer wachsenden, teilweise hochwüchsigen Helophytenbestände<br />
(Sumpfpflanzen), meist mit einer Dominanz von Schilfrohr (Phragmites australis). Daneben<br />
sind oftmals noch Breitblättriger Rohrkolben (Typha latifolia) und die Gewöhnliche<br />
Teichsimse (Schoenoplectus lacustris) bestandsbildend und auch durch Großrestanalysen in<br />
den küstennahen Torfen nachgewiesen worden. Zu <strong>der</strong> für Nie<strong>der</strong>moore typischen<br />
Verlandungsgesellschaft an Moorseen und an<strong>der</strong>en offenen Wasserflächen zählen ebenfalls<br />
78
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
die Schnabelsegge (Carex rostrata), die Blasensegge (Carex vesicaria) und die Sumpfscheide<br />
(Cladium mariscus).<br />
● Schilfrohr (Phragmites australis)<br />
Um die Variabilität <strong>der</strong> Lipidverteilungsmuster innerhalb einer Pflanzenart besser abschätzen<br />
zu können, wurden von <strong>der</strong> für die nacheiszeitliche Torfbildung in Küstennähe wichtigsten<br />
Pflanze, dem Schilfrohr (Phragmites australis), in Zusammenarbeit mit Freese (2001) Proben<br />
von drei unterschiedlichen Standorten auf ihre Lipidverteilungsmuster analysiert. Die Proben<br />
stammen aus einem Naturschutzgebiet bei Oldenburg, einem Straßengraben am Küstenkanal<br />
bei <strong>der</strong> Ortschaft Edewecht und einem Schilffeld im Tidebereich direkt am Jadebusen nahe<br />
<strong>der</strong> Ortschaft Dangast. Blätter, Stängel und Rhizome wurden getrennt analysiert, um genauere<br />
Informationen über die Verteilung einzelner Lipidklassen innerhalb <strong>der</strong> Pflanze zu erhalten.<br />
Dadurch werden u.a. Aussagen über das Erhaltungspotential <strong>der</strong> einzelnen Pflanzenteile bei<br />
<strong>der</strong> Torfbildung möglich. Ergänzt werden die Ergebnisse durch die Analyse weiterer<br />
Schilfblätter aus Polen (Dobre Miasto, Ostpreußen) und <strong>der</strong> Türkei (Manavgat).<br />
Voruntersuchungen bestätigten den n-Alkanen ein hohes chemotaxonomisches<br />
Potential. Verteilungsmuster dieser Verbindungsklasse z.B. in Torflagen ermöglichen, die<br />
Herkunft des organischen Materials festzustellen, wenn das Vorkommen <strong>der</strong> n-Alkane auch<br />
für die torfbildenden Pflanzen bekannt ist, aus <strong>der</strong>en Resten sich die Torfe zusammensetzen.<br />
µg/g TOC<br />
µg/g TOC<br />
Phragmites australis (Blätter Oldenburg)<br />
140<br />
120<br />
100<br />
80<br />
60<br />
40<br />
20<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
Phragmites australis (Blätter Polen)<br />
300<br />
250<br />
200<br />
150<br />
100<br />
50<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
Anzahl <strong>der</strong> C-Atome<br />
120<br />
100<br />
80<br />
60<br />
40<br />
20<br />
Phragmites australis (Blätter Edewecht)<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
160<br />
140<br />
120<br />
100<br />
80<br />
60<br />
40<br />
20<br />
Phragmites australis (Blätter Türkei)<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
Anzahl <strong>der</strong> C-Atome<br />
140<br />
120<br />
100<br />
80<br />
60<br />
40<br />
20<br />
Phragmites australis (Blätter Dangast)<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
50<br />
40<br />
30<br />
20<br />
10<br />
Phragmites australis<br />
(Blätter Oldenburg, zersetzt)<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
Anzahl <strong>der</strong> C-Atome<br />
Abb. 5.3.2: Verteilungsmuster <strong>der</strong> n-Alkane in den Blättern des Schilfrohrs (Phragmites<br />
australis).<br />
79
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
Die Verteilung <strong>der</strong> n-Alkane in Phragmites australis (Abb. 5.3.2) zeigt ein einheitliches<br />
Muster mit ungeradzahliger Kohlenstoffzahlbevorzugung und einem deutlich ausgeprägten<br />
Maximum bei n-Nonacosan (C 29 ) in den Blättern aller analysierten Pflanzen.<br />
Die Verteilungsmuster <strong>der</strong> n-Alkane in gleichartigen Pflanzenteilen von verschiedenen<br />
Standorten variieren dabei nur geringfügig. Im direkten Vergleich zeigen die Schilfblätter aus<br />
<strong>der</strong> Türkei eine leichte Verschiebung hin zu höheren Kettenlängen <strong>der</strong> n-Alkane (Abb. 5.3.2).<br />
Während das Maximum bei n-C 29 erhalten bleibt, ist dort im direkten Vergleich mit den<br />
Pflanzen aus Norddeutschland und Polen die Konzentration an n-C 27 verringert und die<br />
Konzentration an n-C 31 erhöht. Die Kohlenstoffzahl-Verteilung <strong>der</strong> n-Alkane in den<br />
Blattwachsen von Landpflanzen ist anscheinend auch von klimatischen Einflüssen auf die<br />
Vegetation abhängig. Der von Simoneit (1977) und Gagosian et al. (1987) festgestellte Trend<br />
zu höheren n-Alkankettenlängen mit zunehmen<strong>der</strong> Äquatornähe nur aufgrund eines wärmeren<br />
Klimas kann für Landpflanzen allgemein nicht bestätigt werden (Köller, 2002). Der von<br />
Poynter (1989) ursprünglich für marine Sedimente einführte Indikator für <strong>der</strong>artige<br />
klimatische Än<strong>der</strong>ungen in <strong>der</strong> Kohlenstoffzahlverteilung (ACL 27-31 -Index, Average Chain<br />
Length), <strong>der</strong> die n-Alkane n-Heptacosan, n-Nonacosan und n-Hentricontan berücksichtigt,<br />
wird in dieser Arbeit um n-Tritriacontan erweitert, um den unterschiedlich starken Einfluss<br />
langkettiger n-Alkane in den verschiedenen Pflanzen zu berücksichtigen.<br />
Für die Schilfblätter aus Oldenburg beträgt <strong>der</strong> ACL 27-33 28,5, für die Blätter aus<br />
Edewecht und Dangast 28,7 bzw. 28,6 und für die aus Polen 28,6, während die Blätter aus <strong>der</strong><br />
Türkei einen ACL 27-33 von 29,1 aufweisen. Mit <strong>der</strong> Verschiebung des n-Alkanverteilungsmusters<br />
zu längeren Kettenlängen reagiert die Pflanze auf verän<strong>der</strong>te Umweltbedingungen,<br />
indem die Zusammensetzung <strong>der</strong> Blattwachse durch die physikalischen Eigenschaften <strong>der</strong><br />
entsprechenden n-Alkane (Schmelzpunkt, Fluidität, Viskosität) angepasst werden. Die<br />
durchschnittliche Kettenlänge <strong>der</strong> Schilfblätter aus <strong>der</strong> Türkei ist um etwa 0,5 C-Atome höher<br />
als <strong>der</strong> Durchschnitt <strong>der</strong> unter nordeuropäischem Klima gewachsenen Schilfpflanzen.<br />
ACL 27-33 -Werte geben dabei einen ersten Hinweis auf eine signifikante Verän<strong>der</strong>ung im<br />
n-Alkanverteilungsmuster.<br />
Eine ähnliche Tendenz mit einer Verschiebung zu längerkettigen n-Alkanen kann man<br />
nach einer ersten mikrobiellen Überarbeitung <strong>der</strong> Schilfblätter feststellen. Die im März<br />
entnommene Probe abgestorbener, brauner Schilfblätter zeigt eine erste, leichte Verän<strong>der</strong>ung<br />
im n-Alkanverteilungsmuster. Durch einen leicht angestiegenen ACL 27-33 -Wert von nun 29,1<br />
wird <strong>der</strong> bevorzugte Abbau <strong>der</strong> kürzerkettigen Homologen erkennbar. Der Gesamtgehalt an<br />
80
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
n-Alkanen hat sich auf ein Drittel <strong>der</strong> Ausgangskonzentration <strong>der</strong> im November<br />
entnommenen Schilfblätter reduziert (Abb. 5.3.2).<br />
Die n-Alkanverteilungsmuster <strong>der</strong> von allen Proben separat analysierten Schilfstängel<br />
entsprechen denen <strong>der</strong> Schilfblätter mit einem unimodalem Maximum beim Nonacosan<br />
(n-C 29 ). Dabei ist <strong>der</strong> Gehalt an n-Alkanen in den Pflanzenstängeln um etwa einen Faktor 10<br />
geringer als in den entsprechenden Schilfblättern (8-16 µg/g TOC für das Nonacosan).<br />
• n-Tetracosan: ein Biomarker für den Eintrag von Schilfrohr ?<br />
Die Schilfrhizome hingegen weisen mit Ausnahme <strong>der</strong> Rhizome aus Dangast ein in Vergleich<br />
zu den Blättern abweichendes Verteilungsmuster auf (Abb. 5.3.3).<br />
25<br />
Schilfrhizome<br />
(Phragmites australis, Oldenburg)<br />
12<br />
Schilfrhizome<br />
(Phragmites australis, Edewecht)<br />
50<br />
Schilfrhizome<br />
(Phragmites australis, Dangast)<br />
20<br />
10<br />
40<br />
µg/g TOC<br />
15<br />
10<br />
8<br />
6<br />
4<br />
30<br />
20<br />
5<br />
2<br />
10<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
8<br />
Schilfrhizome<br />
(Phragmites australis, Behrens 1996)<br />
6<br />
Schilftorf TP2<br />
(Wöstmann, 2000)<br />
50<br />
Schilftorf Hp 8,02<br />
( Köller, 2002)<br />
µg/g TG<br />
6<br />
4<br />
2<br />
5<br />
4<br />
3<br />
2<br />
1<br />
40<br />
30<br />
20<br />
10<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
Anzahl <strong>der</strong> C-Atome<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
Anzahl <strong>der</strong> C-Atome<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
Anzahl <strong>der</strong> C-Atome<br />
Abb. 5.3.3: n-Alkanverteilungsmuster in Schilfrhizomen und Schilftorfen.<br />
Bei insgesamt deutlich geringeren n-Alkangehalten ist <strong>der</strong> Anteil an kürzerkettigen<br />
Verbindungen im Vergleich zu den Schilfblättern deutlich erhöht. Insbeson<strong>der</strong>e <strong>der</strong> hohe<br />
Anteil an n-C 23 , n-C 24 und n-C 25 ist auffällig. Dieses für Schilfrhizome typische<br />
Verteilungsmuster wird auch in den entsprechenden Schilftorfen bzw. in Torfen mit<br />
signifikantem Schilfanteil wie<strong>der</strong>gefunden (Behrens, 1996; Köller, 1998; Wöstmann, 2000;<br />
Köller, 2002). Schilfrhizome, die Kontakt mit Salzwasser hatten, zeigen diese Anreicherung<br />
kürzerkettiger n-Alkane nicht; auch dieses Verteilungsmuster findet sich in einigen<br />
Schilftorfen wie<strong>der</strong>, sodass hier offenbar zwischen Schilftorfen, die sich unter<br />
Salzwassereinfluß abgelagert haben (offene Lagune zur Nordsee), und Süßwasserschilftorfen<br />
(verlandende Süßwasserseen mit anschließen<strong>der</strong> Nie<strong>der</strong>moortorfbildung) unterschieden<br />
81
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
werden kann. Dieses Ergebnis hat auch für das in den meisten Rhizomen des Schilfrohrs<br />
(Phragmites australis) in ungewöhnlich hohen Gehalten nachgewiesene n-C 24 H 50 Bestand.<br />
Während <strong>der</strong> Anteil von n-C 24 H 50 am Gesamtgehalt <strong>der</strong> n-Alkane für die Rhizome, die<br />
keinen Kontakt mit Salzwasser hatten, zwischen 7 und 8% liegt, zeigen Schilfrhizome, die<br />
periodisch vom Salzwasser überflutet wurden, mit 1,7% keine signifikant erhöhte Menge des<br />
n-C 24 H 50 (Freese, 2001). Obwohl Verteilungsmuster höherer Landpflanzen mit signifikant<br />
erhöhtem Gehalt eines geradzahligen n-Alkans ungewöhnlich sind, kommt es in Schilftorfen<br />
ebenfalls zu deutlich erhöhten Gehalten an n-C 24 H 50 und darüber hinaus oftmals zu einer<br />
Anreicherung dieser Verbindung in den entsprechenden Schilftorfen. Eine systematische,<br />
aufarbeitungsspezifische Kontamination durch das nicht ubiquitäre n-Tetracosan kann<br />
ausgeschlossen werden, da keine <strong>der</strong> parallel aufgearbeiteten Proben das n-C 24 H 50 in ähnlich<br />
hoher Konzentration enthält. Auch sind durch massenspektrometrische Messungen keine<br />
Hinweise auf Kontamination o<strong>der</strong> Koelution gefunden worden (siehe auch Methodenteil).<br />
Methylverzweigte iso- und anteiso-Alkane, die in einigen <strong>der</strong> untersuchten Pflanzenproben in<br />
geringen Mengen nachweisbar sind, werden durch die Harnstoffadduktion quantitativ<br />
entfernt. Durch die anschließend durchgeführte Aufreinigung an mit Silbernitrat<br />
imprägniertem Kieselgel werden zusätzlich noch alle eventuell enthaltenen ungesättigten<br />
Verbindungen entfernt. Es kann somit davon ausgegangen werden, dass die rezenten<br />
Schilfrhizome selbst die Quelle für das n-C 24 H 50 darstellen. Da es in einigen Schilftorfen<br />
darüber hinaus zu einer Anreicherung dieser Verbindung kommt, wurde auch eine mikrobiell<br />
induzierte Produktion an den rezenten o<strong>der</strong> abgestorbenen Schilfrhizomen (Mykorrhiza) für<br />
möglich gehalten (Köller, 2002).<br />
Die Analyse eines von Schilfpflanzen durchsetzten Wattbodens aus Dangast zeigte<br />
nach dem Entfernen aller Schilfrhizome allerdings keine Anreicherung des n-C 24 H 50 im<br />
Sediment selbst, so dass hier offenbar keine zusätzliche Quelle für dieses n-Alkan vorliegt.<br />
Eine symbiontische Biosynthese und Freisetzung von Kohlenwasserstoffen ist für<br />
Nie<strong>der</strong>moorvegetation nicht nachweisbar. Die Symbiose von Pilzen und Pflanzen<br />
(Mykorrhiza) wurde bisher nur bei einigen Hochmoorpflanzen festgestellt, für die das saure<br />
Hochmoor ein geeignetes Substrat darstellt. Bei den Pilzen handelt es sich meist um<br />
Penicillium-Arten, die meist mit Calluna-, Vaccinium- o<strong>der</strong> Sphagnum-Arten<br />
vergesellschaftet sind (Küster in Göttlich, 1990).<br />
Infolge eines erhöhten Nährstoffangebots und meist ausreichen<strong>der</strong> Belüftung sind<br />
Nie<strong>der</strong>moortorfe in <strong>der</strong> Regel stark humifiziert, so dass die oberirdischen Pflanzenteile<br />
(Sprossstreu) vollständig zersetzt und mikrobiell abgebaut werden, während die<br />
82
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
unterirdischen Pflanzenteile (Schilfrhizome) selektiv erhalten bleiben (Scheffer und<br />
Schachtschabel, 1998). Infolgedessen finden sich in den abgelagerten Schilftorfen auch die<br />
n-Alkanverteilungsmuster <strong>der</strong> Schilfrhizome wie<strong>der</strong> und nicht das <strong>der</strong> Schilfblätter, obwohl<br />
<strong>der</strong> Gehalt an n-Alkanen dort ursprünglich um ein Vielfaches höher ist. Auch Lethonen und<br />
Ketola (1993) stellten eine generelle Zunahme an geradzahligen n-Alkanhomologen mit<br />
steigendem Zersetzungsgrad in Nie<strong>der</strong>moortorfen fest und führten die Abnahme <strong>der</strong><br />
Kettenlänge um ein C-Atom auf die anaeroben Bedingungen bei <strong>der</strong> Torfzersetzung zurück.<br />
Dieses Ergebnis bestätigt frühere Analysen von Schilfpflanzen bzw. von Schilftorfen<br />
(Behrens, 1996; Wöstmann, 2000; Köller, 2002) und führte zur Entwicklung eines<br />
Schilftorfindikators (Phragmites-Peat-Indikator, PPI), <strong>der</strong> die ungewöhnliche, aber<br />
signifikante Anreicherung des n-C 24 -Alkans in Torfen, die Schilfpflanzenreste enthalten,<br />
charakterisiert (Köller, 2002). Erhöhte PPI-Werte >5% zeigen einen nachweisbaren<br />
Schilfanteil im Torf an und Werte >10% können sehr reinen Schilftorfen zugeordnet werden.<br />
Werte >12% deuten sogar auf eine relative Anreicherung <strong>der</strong> n-Alkane mit Kettenlängen von<br />
23, 24 und 25 Kohlenstoffatomen hin. Dies könnte als Hinweis auf bakterielle Aktivität<br />
gewertet werden, die nach <strong>der</strong> Ablagerung <strong>der</strong> Pflanzen die genannten n-Alkane, das<br />
C 24 -n-Alkan sogar bevorzugt durch heterotrophen Umbau freisetzen. Ein Abbau <strong>der</strong><br />
längerkettigen (C 26 – C 33 ) zu den kürzerkettigen (C 23 – C 25 ) n-Alkanen wäre möglich, da die<br />
Gesamtgehalte <strong>der</strong> n-Alkane verschiedener Schilftorfproben in ähnlichen Konzentrationsbereichen<br />
liegen (s. Abb. 5.3.3).<br />
Für die analysierten Schilfpflanzen ergeben sich stark abweichende PPI-Werte von<br />
0,8% bis 8,2% (Tab. 5.3.1), wobei aufgrund des erhöhten Erhaltungspotentials <strong>der</strong> Schilfrhizome<br />
gegenüber den an<strong>der</strong>en Pflanzenteilen diesen PPI-Werten eine beson<strong>der</strong>e Bedeutung<br />
zukommt.<br />
Tab. 5.3.1: PPI-Werte (Phragmites-Peat Indicator) in den analysierten Schilfrohrproben.<br />
PPI [%] Blätter Stängel Rhizome<br />
Phragmites australis (Oldenburg-Wechloy) 3,3 4,8 7,1<br />
Phragmites australis (Edewecht) 0,8 3,1 8,2<br />
Phragmites australis (Dangast) 4,7 2,5 1,7<br />
● Weitere Pflanzen <strong>der</strong> Verlandungsvegetation im Nie<strong>der</strong>moor<br />
Auch weitere Pflanzen <strong>der</strong> Nie<strong>der</strong>moor-Verlandungsvegetation zeigen ein dem Schilfrohr<br />
ähnliches n-Alkanverteilungsmuster mit einem unimodalen Maximum beim n-Nonacosan<br />
(Typha latifolia, Schoenopectus lacustris, Carex rostrata und Carex vesicaria) o<strong>der</strong> beim<br />
83
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
n-Heptacosan wie die Sumpfscheide (Cladium mariscus). In den Stängeln und Wurzeln <strong>der</strong><br />
meisten Pflanzen ist mit 1-2 µg/g TOC <strong>der</strong> Gehalt an n-Alkanen so gering, dass kein<br />
eindeutiges Verteilungsmuster erstellt werden kann. Nur in den Wurzeln des Rohrkolbens<br />
(Typha latifolia) finden sich n-Alkane in quantifizierbarer Menge. Interessanterweise zeigen<br />
die Wurzeln im Vergleich zu den Blättern ein deutlich abweichendes Verteilungsmuster mit<br />
einer Verschiebung zu kürzerkettigen Homologen hin (Abb.5.3.4).<br />
40<br />
Rohrkolben<br />
(Thypha latifolia, Blätter)<br />
6<br />
Rohrkolben<br />
(Thypha latifolia, Wurzeln)<br />
140<br />
Teichsimse (Schoenoplectus lacustris)<br />
(Blätter+Stengel+Wurzeln)<br />
µg/g TOC<br />
30<br />
20<br />
10<br />
5<br />
4<br />
3<br />
2<br />
1<br />
120<br />
100<br />
80<br />
60<br />
40<br />
20<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
300<br />
Schnabelsegge<br />
(Carex rostrata, Blätter)<br />
140<br />
Sumpfscheide (Cladium mariscus)<br />
(Blätter+Stengel+Wurzeln)<br />
120<br />
Blasensegge (Carex vesicaria)<br />
(Blätter+Stengel)<br />
µg/g TOC<br />
250<br />
200<br />
150<br />
100<br />
50<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
Anzahl <strong>der</strong> C-Atome<br />
120<br />
100<br />
80<br />
60<br />
40<br />
20<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
Anzahl <strong>der</strong> C-Atome<br />
100<br />
80<br />
60<br />
40<br />
20<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
Anzahl <strong>der</strong> C-Atome<br />
Abb. 5.3.4: n-Alkanverteilungsmuster in Nie<strong>der</strong>moorpflanzen (Verlandungsvegetation).<br />
Das Verteilungsmuster mit Bevorzugung <strong>der</strong> n-C 23 - und n-C 25 -Alkane entspricht dem <strong>der</strong><br />
Schilfrhizome, auch ist ein deutliches Maximum des n-Tetracontans bei den geradzahligen<br />
n-Alkanhomologen erkennbar. Der Wert des PPI erreicht für die Wurzeln des Rohrkolbens<br />
einen Wert von 6,5% und verdeutlicht die signifikante Anreicherung des n-Tetracosans in<br />
diesem Pflanzenteil. Ob dieses Verteilungsmuster auch in Torfen mit hohem Anteil an<br />
Rohrkolben erhalten bleibt, ist ungeklärt, da Typha latifolia in den Großrestanalysen bisher<br />
nur als geringe Beimengung in den Küstentorfen identifiziert wurde. Aufgrund des<br />
niedrigeren Erhaltungspotentials im Vergleich zu den sehr abbauresistenten Schilfrhizomen<br />
(Hartmann, 1999) ist <strong>der</strong> Eintrag von Typha latifolia bei den meist stark zersetzten<br />
Nie<strong>der</strong>moortorfen durch eine botanische Großrestanalyse oft nicht nachweisbar. Rohrkolben<br />
(Typha latifolia) ist an den Samenresten im Torf erkennbar, was eine quantitative<br />
Abschätzung des Anteils an <strong>der</strong> torfbildenden Vegetation fast unmöglich macht. Eine<br />
Beeinflussung des PPI durch einen signifikanten Eintrag an Rohrkolben (Typha latifolia) ist<br />
84
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
allerdings möglich, so dass <strong>der</strong> Indikator neben Schilfrohr möglicherweise auch auf einen<br />
erhöhten Eintrag von Rohrkolben hinweisen kann.<br />
In keiner weiteren analysierten Pflanze wurde ein PPI-Wert >3% gemessen, so dass<br />
ein deutlich erhöhter Wert ein guter Indikator für den Eintrag von Schilfrohr und evtl.<br />
Rohrkolben in einen Torf o<strong>der</strong> ein Sediment darstellt.<br />
5.3.3 AUSTROCKNENDE NIEDERMOORE UND DER ÜBERGANG ZUM BRUCHWALD<br />
(ÜBERGANGSMOOR)<br />
25<br />
Sumpffarn<br />
(Thelypteris palustris, Blätter)<br />
12<br />
Sumpffarn<br />
(Thelypteris palustris, Stengel)<br />
35<br />
Sumpffarn<br />
(Thelypteris palustris, Feinwurzeln)<br />
µg/g TOC<br />
20<br />
20<br />
15<br />
10<br />
5<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
Sumpffarn<br />
(Thelypteris palustris, zersetzte Blätter)<br />
10<br />
8<br />
6<br />
4<br />
2<br />
500<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
Flatterbinse<br />
(Juncus effusus, Blätter)<br />
30<br />
25<br />
20<br />
15<br />
10<br />
5<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
10<br />
Flatterbinse<br />
(Juncus effusus, Wurzeln)<br />
µg/g TOC<br />
15<br />
10<br />
400<br />
300<br />
200<br />
8<br />
6<br />
4<br />
µg/g TOC<br />
5<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
60<br />
50<br />
40<br />
30<br />
20<br />
10<br />
n-Alkane Pfeifengras<br />
(Molinia caerulea, Blätter)<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
Anzahl <strong>der</strong> C-Atome<br />
100<br />
16<br />
14<br />
12<br />
10<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
8<br />
6<br />
4<br />
2<br />
Schmalblättriges Wollgras<br />
(Eriophorum angustifolium, Blätter)<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
Anzahl <strong>der</strong> C-Atome<br />
2<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
6<br />
5<br />
4<br />
3<br />
2<br />
1<br />
Schmalblättriges Wollgras<br />
(Eriophorum angustifolium, Wurzeln)<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
Anzahl <strong>der</strong> C-Atome<br />
Abb. 5.3.5: n-Alkanverteilungsmuster in Nie<strong>der</strong>- und Übergangsmoorpflanzen.<br />
Der Sumpffarn (Thelyperis palustris) zeigt in allen Pflanzenteilen ein für Nie<strong>der</strong>moorpflanzen<br />
typisches n-Alkanverteilungsmuster mit einem unimodalen Maximum beim<br />
n-Heptacosan (Abb. 5.3.5). Für Pflanzen ungewöhnlich ist <strong>der</strong> im Vergleich mit den<br />
entsprechenden Blättern hohe Gehalt an n-Alkanen in den Wurzeln. Da die Blätter bei <strong>der</strong><br />
ersten Probennahme im November z.T. noch nicht völlig abgestorben waren, erfolgte eine<br />
erneute Probennahme im darauffolgenden März, wobei die braunen, bereits leicht zersetzten<br />
85
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
Blätter analysiert wurden. Wie schon bei den Blättern des Schilfrohrs (Phragmites australis)<br />
kommt es auch bei den leicht zersetzten Blättern des Sumpffarns (Thelyperis palustris) zu<br />
einer leichten Verschiebung <strong>der</strong> durchschnittlichen Kettenlänge <strong>der</strong> n-Alkane (ACL 27-33 steigt<br />
von 27,8 im November auf 28,4 in den braunen Blättern im März). Obwohl das Maximum<br />
beim n-Heptacosan erhalten bleibt, steigt <strong>der</strong> relative Anteil des n-Nonacosans leicht an. Auch<br />
ist in den zersetzten Blättern erstmals das n-Tritriacontan nachweisbar. Entgegen <strong>der</strong><br />
Feststellung von Huang et al. (1997), die einen bevorzugten mikrobiellen Abbau von<br />
längerkettigen n-Alkanen in abgestorbenem Pflanzenmaterial feststellten, wird für die in<br />
dieser Arbeit analysierten Pflanzen ein bevorzugter Abbau <strong>der</strong> kürzerkettigen Homologen<br />
beobachtet. Eine schnellere Biodegradation kurzkettiger n-Alkane wurde auch bereits von<br />
Cardoso et al. (1976) berichtet.<br />
Die Flatterbinse (Juncus effusus), die vor allem als Ersatzgesellschaft zur<br />
Bruchwaldvegetation auftreten kann, zeigt ebenfalls ein n-Alkanverteilungsmuster, wie es für<br />
Nie<strong>der</strong>moorpflanzen typisch ist. Auffallend hoch ist <strong>der</strong> Gehalt <strong>der</strong> n-Alkane in den Blättern,<br />
wohingegen die Wurzeln einen deutlich erhöhten Anteil an kürzerkettigen Homologen<br />
aufweisen. Beson<strong>der</strong>s <strong>der</strong> erhöhte Gehalt an n-Tricontan wird in vielen Nie<strong>der</strong>moortorfen<br />
wie<strong>der</strong>gefunden.<br />
Die Blätter des Pfeifengrases (Molinia caerulea) zeigen ein für Nie<strong>der</strong>moorpflanzen<br />
typisches n-Alkanverteilungsmuster mit einer Bevorzugung von n-Heptacosan und n-Nonacosan.<br />
Pflanzenstängel und Wurzeln enthalten sehr geringe Gehalte an n-Alkanen, so dass sie<br />
auch bei einem erhöhten Erhaltungspotential unterirdischer Pflanzenteile als mögliche Quelle<br />
dieser Verbindungen in Torfen keine Bedeutung haben. Als Differentialart kann das<br />
Pfeifengras auch auf austrocknenden Hochmooren, die aufgrund oxidativer Zersetzungsprozesse<br />
über ein mesotrophes Nährstoffangebot verfügen, große Bestände ausbilden<br />
(Ellenberg, 1996).<br />
Das schmalblättrige Wollgras (Eriophorum angustifiolium) bildet als so genannte<br />
Schwingrasengesellschaft bei zunehmen<strong>der</strong> Austrocknung eines Nie<strong>der</strong>moors die Basis für<br />
echte Hochmoorvegetation und gilt daher als Differentialart für den Wechsel in den<br />
hydrologischen Bedingungen eines Moores. Obwohl genetisch und botanisch eng mit dem<br />
scheidigen Wollgras (Eriophorum vaginatum) verwandt, kommt es ausschließlich im<br />
Nie<strong>der</strong>moor und im Übergangsmoor vor. Eriophorum angustifolium ist eine reine<br />
Schlenkenpflanze, da sie auf Staunässe (Grundwassereinfluss) angewiesen ist. Das n-Alkanverteilungsmuster<br />
entspricht dem typischer Nie<strong>der</strong>moorpflanzen mit einem Maximum beim<br />
86
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
n-Heptacosan in Blättern und Wurzeln. Dabei ist <strong>der</strong> Gehalt an n-Alkanen in den Blättern<br />
außergewöhnlich niedrig (Abb.5.3.5).<br />
5.3.4 n-ALKANVERTEILUNG DER BRUCHWALDVEGETATION<br />
Erlenbruchwäl<strong>der</strong> sind das letzte Glied <strong>der</strong> Verlandungssukzession. Sie entwickeln sich auf<br />
rein organischen Böden, einem stark zersetzten Nie<strong>der</strong>moortorf, <strong>der</strong> bereits von den<br />
vorausgehenden Röhrichtstadien produziert wurde. In den holozänen Torfen und torfhaltigen<br />
Sedimenten des norddeutschen Küstenraums sind vor allem die Reste von Moorbirke (Betula<br />
pubescens), Schwarzerle (Alnus glutinosa) und Moorkiefer (Pinus sylvestris) nachgewiesen<br />
worden. Das Vorkommen <strong>der</strong> n-Alkane bei den analysierten Laubbäumen ist fast<br />
ausschließlich auf die einjährigen Blätter beschränkt. Die Rinde jeweils <strong>der</strong>selben Baumart<br />
enthält n-Alkane nur in Spuren und oft ohne signifikante Dominanz <strong>der</strong> ungeradzahligen<br />
Verbindungen (Abb. 5.3.6).<br />
µg/g TOC<br />
4000<br />
3000<br />
2000<br />
1000<br />
Moorbirke<br />
(Betula pubescens, Blätter)<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
7<br />
6<br />
5<br />
4<br />
3<br />
2<br />
1<br />
Moorbirke<br />
(Betula pubescens, Rinde)<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
180<br />
160<br />
140<br />
120<br />
100<br />
80<br />
60<br />
40<br />
20<br />
Moorbirke (Betula pubescens, Blätter)<br />
(Behrens, 1996)<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
1000<br />
Schwarzerle (Alnus glutinosa, Blätter)<br />
(Köller, 2002)<br />
0,7<br />
Schwarzerle<br />
(Alnus glutinosa, Rinde)<br />
10<br />
Waldkiefer<br />
(Pinus sylvestris, Nadeln)<br />
µg/g TOC<br />
800<br />
600<br />
400<br />
200<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
Anzahl <strong>der</strong> C-Atome<br />
0,6<br />
0,5<br />
0,4<br />
0,3<br />
0,2<br />
0,1<br />
0,0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
Anzahl <strong>der</strong> C-Atome<br />
8<br />
6<br />
4<br />
2<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
Anzahl <strong>der</strong> C-Atome<br />
Abb. 5.3.6: n-Alkanverteilungsmuster in regionstypischer Bruchwaldvegetation.<br />
Dies ist ein Hinweis darauf, dass n-Alkane von Bäumen fast ausschließlich aus den<br />
Blattwachsen stammen. Die braunen, bereits abgeworfenen Blätter <strong>der</strong> Moorbirke (Betula<br />
pubescens) zeigen eine unimodale n-Alkanverteilung mit einem Maximum beim n-Heptacosan,<br />
wie sie auch bei an<strong>der</strong>en Baumarten auftritt: Rotbuche – Fagus sylvatica o<strong>der</strong><br />
Silberweide – Salix alba (Rieley et al., 1991; Collister et al., 1994). Ein identisches<br />
Verteilungsmuster bei allerdings deutlich niedrigeren Gehalten wurde von Behrens (1996)<br />
erstellt (Abb. 5.3.6). Das Verteilungsmuster <strong>der</strong> n-Alkane in den Erlenblättern wird außer<br />
87
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
durch das C 29 - auch von dem C 27 -n-Alkan dominiert. Rieley et al. (1991) und Köller (2002)<br />
beschreiben für die Schwarzerle (Alnus glutinosa) ebenfalls ein Verteilungsmuster <strong>der</strong><br />
n-Alkane, das von den C 27 - und C 29 -Homologen gleichermaßen dominiert wird (Abb. 5.3.6).<br />
Die Dominanz des C 27 - und/o<strong>der</strong> C 29 -n-Alkans wird allgemein für Blätter von Bäumen auch<br />
an<strong>der</strong>er Arten beschrieben, z.B. Bergahorn (Acer pseudoplatanus) o<strong>der</strong> Rosskastanie<br />
(Aesculus hippocastanum) (Rieley et al., 1991; van Bergen et al., 1997). Für die Stieleiche<br />
(Quercus robur) gibt es unterschiedliche Ergebnisse, so wird von n-C 27 H 56 (Rieley et al.,<br />
1991) bzw. von n-C 29 H 60 (Collister et al., 1994) als Maximum berichtet. Eine Erklärung für<br />
diese Diskrepanz kann außer in einer natürlichen Varietät auch in <strong>der</strong> unterschiedlichen<br />
Saisonalität des Untersuchungsmaterials begründet sein, da in keiner dieser Studien <strong>der</strong><br />
saisonale Zeitpunkt <strong>der</strong> Probenahme genannt wird.<br />
Auffällig niedrig ist <strong>der</strong> Gehalt <strong>der</strong> n-Alkane in den Nadeln <strong>der</strong> Moorkiefer, die mit<br />
einer Maximalkonzentration von 8 µg/g TOC für das n-Heptacosan keinen signifikanten<br />
Anteil zum Eintrag <strong>der</strong> n-Alkane bei <strong>der</strong> Torfbildung beitragen kann. Ein C org /N ges -Verhältnis<br />
von 70 für die Nadeln <strong>der</strong> Moorkiefer deutet auf einen erhöhten Gehalt an Cellulose bzw.<br />
zellwandverstärkenden Polysaccariden hin, die anscheinend einen Teil <strong>der</strong> sonst für vaskuläre<br />
Pflanzen typischen Blattwachse auf <strong>der</strong> Cuticula ersetzen. In <strong>der</strong> Rinde und in den Ästen <strong>der</strong><br />
Moorkiefer waren n-Alkane nur in nicht quantifizierbaren Spuren nachweisbar.<br />
Für die in Bruchwäl<strong>der</strong>n Nordwestdeutschlands vorkommenden Baumarten wie<br />
Schwarzerle und Moorbirke sowie strauchbildende Weidenarten (nicht bruchwaldtorfbildend)<br />
herrscht bei den n-Alkanverteilungsmustern <strong>der</strong> Blattwachse eine Dominanz des<br />
C 27 - und/o<strong>der</strong> C 29 -n-Alkans vor. Wenn die hydrologischen Bedingungen am Standort <strong>der</strong><br />
Pflanze einen Einfluss auf die Zusammensetzung <strong>der</strong> Blattwachse haben, müsste sich dies<br />
auch in den n- Alkanverteilungsmustern <strong>der</strong> Bruchwaldvegetation durch eine erste sichtbare<br />
Verschiebung zu längerkettigen n-Alkanen erkennen lassen, da Bruchwäl<strong>der</strong> die<br />
oberflächliche Austrocknung eines Nie<strong>der</strong>moores anzeigen. Tatsächlich besitzen Bäume aber<br />
oftmals ein Maximum beim n-C 27 -Alkan in den analysierten Blättern. Eine mögliche<br />
Erklärung dafür ist die vom Standort unabhängige und ausreichende Versorgung mit<br />
Grundwasser, die durch die tiefen Pfahlwurzeln <strong>der</strong> Bäume gewährleistet wird und die<br />
Ausbildung einer dickeren und zäheren Blattcuticula als Schutz vor Austrocknung durch<br />
beson<strong>der</strong>s langkettige Blattwachse (n-C 29 bis n-C 33 ) überflüssig macht.<br />
88
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
5.3.5 KRAUTIGE PFLANZEN<br />
µg/g TOC<br />
180<br />
160<br />
140<br />
120<br />
100<br />
80<br />
60<br />
40<br />
20<br />
Ufer-Wolfstrapp (Lycopus europaeus)<br />
(Blätter+ Stengel)<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
Anzahl <strong>der</strong> C-Atome<br />
140<br />
120<br />
100<br />
80<br />
60<br />
40<br />
20<br />
Wasserminze (Mentha aquatica)<br />
(Blätter+ Stengel)<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
Anzahl <strong>der</strong> C-Atome<br />
Abb. 5.3.7: Verteilungsmuster <strong>der</strong> n-Alkane in Ufer-Wolfstrapp (Lycopus europaeus) und<br />
Wasserminze (Mentha aquatica).<br />
Ein für Nie<strong>der</strong>moorpflanzen außergewöhnliches n-Alkanverteilungsmuster weisen die zu den<br />
Lippenblütengewächsen (Lamiaceae) gehörenden Kräuter Wasserminze (Mentha aquatica)<br />
und Ufer-Wolfstrapp (Lycopus europaeus) auf. Beide Pflanzen zeigen eine n-Alkanverteilung<br />
mit einem unimodalen Maximum beim n-Hentriacontan, wie sie für Hochmoorpflanzen<br />
typisch ist (Abb. 5.3.7). Die analysierten Pflanzen wurden nicht ihrem natürlichen Standort<br />
entnommen, son<strong>der</strong>n stammen aus einer Nachzüchtung des botanischen Gartens in<br />
Oldenburg. Ob und inwieweit diese unnatürlichen Aufzuchtbedingungen (Gewächshaus/<br />
Blumenerde/Düngung) das n-Alkanverteilungsmuster beeinflussen, kann z. Zt. nicht<br />
abgeschätzt werden. Da es sich um ganz frisches Pflanzenmaterial handelt, ist noch mit<br />
deutlichen Verän<strong>der</strong>ungen im n-Alkanverteilungsmuster zu rechnen. Da <strong>der</strong> quantitative<br />
Eintrag krautiger Pflanzen in einen Torf selten nennenswerte Mengen erreicht, ist eine<br />
Überprägung des gesamten n-Alkanverteilungsmusters in einem Torf nur in sehr geringem<br />
Maße möglich (Göttlich, 1990).<br />
5.3.6 n-ALKANVERTEILUNG IN HOCHMOORPFLANZEN<br />
Die Vegetation <strong>der</strong> Hochmoore ist extrem artenarm und schwachwüchsig. Alle Arten haben<br />
spezifische Anpassungen entwickelt, um an diesem Problemstandort überleben zu können. Sie<br />
sind dementsprechend typische Vertreter <strong>der</strong> „Stresstoleranz-Strategie“, einer <strong>der</strong> drei<br />
ökologischen Primärstrategien nach Grimme (1979).<br />
Man kann bei den Pflanzen <strong>der</strong> Hochmoore folgende Wuchsformen und<br />
Anpassungstypen unterscheiden: Torfmoose (diverse Sphagnum-Arten), Gefäßpflanzen<br />
(Komophyten) und Zwergsträucher (meist Ericaceen). Sinnvoller ist aber auch hier eine<br />
Glie<strong>der</strong>ung in natürlich vorkommende Vegetationsgemeinschaften, die nach Dierßen (2001)<br />
89
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
vor allem von den hydrologischen Verhältnissen und den Nährstoffgradienten im Moor<br />
beeinflusst werden.<br />
● Nasse Hochmoorstandorte (Hochmoorschlenken und -kolke)<br />
Das Vorkommen des Sumpf-Sternstreifenmooses (Aulacomnium palustre) beschränkt sich<br />
hauptsächlich auf die Saumgesellschaft am feuchteren Rand <strong>der</strong> Heidemoore und auf die<br />
Ersatzvegetation nasser Birkenbruchwäl<strong>der</strong>.<br />
Das Ergebnis <strong>der</strong> getrennten Analyse des frischen, grünen, oberen Pflanzenteils und<br />
des älteren, braunen, unteren Pflanzenteils sind zwei in ihrer Bevorzugung völlig<br />
verschiedene n-Alkanverteilungsmuster (Abb. 5.3.8).<br />
40<br />
Sumpf-Sternstreifenmoos<br />
(Aulacomnium palustre, Nott et al., 1999)<br />
Sumpf-Sternstreifenmoos<br />
(Aulacomnium palustre, grüner Pflanzenteil)<br />
120<br />
Sumpf-Sternstreifenmoos<br />
(Aulacomnium palustre, brauner Pflanzenteil)<br />
100<br />
µg/g TOC<br />
30<br />
20<br />
10<br />
100<br />
80<br />
60<br />
40<br />
20<br />
80<br />
60<br />
40<br />
20<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
Anzahl <strong>der</strong> C-Atome<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
Sumpf-Sternstreifenmoos<br />
(Aulacomnium palustre, grüner Teil gealtert)<br />
50<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
Sumpf-Sternstreifenmoos<br />
(Aulacomnium palustre, brauner Teil gealtert)<br />
50<br />
40<br />
40<br />
[%]<br />
30<br />
20<br />
[%]<br />
30<br />
20<br />
10<br />
10<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
Abb. 5.3.8: n-Alkanverteilungsmuster im Laubmoos (Aulacomnium palustre).<br />
Während <strong>der</strong> grüne, frische Pflanzenteil ein typisches Nie<strong>der</strong>moor-Verteilungsmuster mit<br />
einem Maximum beim C 29 -n-Alkan zeigt, enthält <strong>der</strong> braune, ältere Pflanzenteil eine für<br />
Hochmoorvegetation typische n-Alkanverteilung mit einen Maximum beim C 31 -n-Alkan. Es<br />
scheint, als ob es mit zunehmen<strong>der</strong> Alterung des Pflanzenmaterials zu einer deutlich<br />
sichtbaren Verschiebung des n-Alkanmaximums in den Verteilungsmustern kommt. Nur <strong>der</strong><br />
untere, bereits abgestorbene Pflanzenabschnitt steht <strong>der</strong> Torfbildung zur Verfügung, während<br />
<strong>der</strong> frische, grüne Pflanzenteil scheinbar endlos weiter aufwachsen kann. Somit zeigt auch ein<br />
Hochmoortorf, <strong>der</strong> hauptsächlich aus dem Laubmoos Aulacomnium palustre gebildet wurde,<br />
ein hochmoortypisches n-Alkanverteilungsmuster, auch wenn <strong>der</strong> frische Teil <strong>der</strong> Pflanze<br />
eine völlig abweichende n-Alkanverteilung aufweist.<br />
90
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
Ein Vergleich mit Literaturdaten (Nott et al., 2000) zeigt ein weiteres deutlich<br />
abweichendes Verteilungsmuster mit einem Maximum beim C 27 -n-Alkan (Abb. 5.3.8, oben<br />
links). Obwohl Nott et al. (2000) die Pflanze als Ganzes untersuchten, wird deutlich, dass es<br />
sich bei dem n-Alkanverteilungsmuster nicht um ein einfaches Mischsignal aus grünem und<br />
braunem Pflanzenteil handeln kann, da ausgerechnet in diesem Verteilungsmuster <strong>der</strong> Gehalt<br />
des C 29 -n-Alkans auffallend niedrig ist. Da Nott et al. (2000) keine Angaben über den<br />
Zeitpunkt <strong>der</strong> Probennahme machten, liegt die Vermutung nahe, dass es sich um sehr frisches<br />
Pflanzenmaterial aus dem Frühjahr o<strong>der</strong> Sommer gehandelt haben muss. Hier wird nochmals<br />
die starke Variabilität <strong>der</strong> Lipidverteilungsmuster während einer Vegetationsperiode deutlich.<br />
Während einer einzigen Vegetationsperiode wechselt das Maximum in <strong>der</strong> n-Alkanverteilung<br />
von n-C 27 H 56 zu n-C 29 H 60 , um dann mit einem Maximum bei n-C 31 H 64 aus dem unteren Teil<br />
<strong>der</strong> Pflanze das im Sediment/Torf überlieferte Muster zu bilden. Zur Überprüfung <strong>der</strong><br />
ermittelten Verteilungsmuster sind beide Pflanzenteile nach 15 Monaten Lagerung in<br />
feuchtem Zustand bei 4°C unter Lichtabschluss erneut analysiert worden. Der ursprünglich<br />
grüne Pflanzenteil hatte sich inzwischen braun verfärbt und zeigt nun auch ein stark<br />
verän<strong>der</strong>tes Verteilungsmuster mit einem unimodalem Maximum beim n-C 31 -Alkan (Abb.<br />
5.3.8 unten). Das Verteilungsmuster des braunen Pflanzenteils hat sich im Gegensatz dazu<br />
nicht verän<strong>der</strong>t. Offenbar kommt es in den frischen grünen Pflanzenteilen zu einem<br />
bevorzugten mikrobiellen Abbau <strong>der</strong> kürzerkettigen n-Alkane, so das schon nach kurzer Zeit<br />
das hochmoortypische n-Alkanverteilungsmuster in dem leicht zersetzten Pflanzenmaterial<br />
vorliegt und in dieser Form zum molekularen Inventar des Torfs beiträgt.<br />
Als Konsequenz für die Probennahme torfbilden<strong>der</strong> Pflanzen bedeutet dies, dass eine<br />
Analyse des Pflanzenmaterials nur dann sinnvoll ist, wenn die Proben am Ende <strong>der</strong><br />
pflanzenspezifischen Vegetationsperiode genommen werden und das Material bereits<br />
abgestorben ist. Ein Vergleich mit Literaturdaten ist nur dann sinnvoll, wenn <strong>der</strong><br />
jahreszeitliche Zeitpunkt <strong>der</strong> Pflanzenentnahme bekannt ist. Lei<strong>der</strong> ist dieser in keiner <strong>der</strong><br />
bekannten Studien genannt worden (Baas et al., 2000; Nott et al., 2000; Pancost et al., 2002).<br />
● Trockene Hochmoorstandorte (Hochmoorbulte)<br />
Die Zwergsträucher Besenheide (Calluna vulgaris), Glockenheide (Erica tetralix),<br />
Rosmarienheide (Andromeda polifolia) und Moosbeere (Vaccinium oxycoccus) bilden das<br />
prägende Element <strong>der</strong> Bultenvegetation. Allen gemeinsam sind <strong>der</strong>be mehrjährige<br />
(„immergrüne“) Blätter mit einer dicken Cuticula (Abschlusshaut), die ihnen helfen,<br />
sommerliche und winterliche Trockenperioden zu überstehen. Dadurch kommt es im<br />
Vergleich zu den Nie<strong>der</strong>moorpflanzen zu deutlich höheren n-Alkangehalten in den Blättern.<br />
91
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
Sowohl die ledrigen Blätter als auch die verholzten Achsen sind außerordentlich arm an<br />
Proteinen und tragen dadurch dem geringen Stickstoff- und Phosphorangebot Rechnung.<br />
Während die Besenheide (Calluna vulgaris) ein je nach Pflanzenteil abwechselndes<br />
Maximum beim n-C 31 - o<strong>der</strong> n-C 33 -Alkan aufweist, enthalten die verschiedenen Pflanzenteile<br />
<strong>der</strong> Glockenheide ein unimodales Maximum beim n-C 31 -Alkan (Abb. 5.3.9).<br />
µg/g TG<br />
µg/g TG<br />
4000<br />
3000<br />
2000<br />
1000<br />
1200<br />
1000<br />
800<br />
600<br />
400<br />
200<br />
Besenheide (Calluna vulgaris)<br />
(Blätter)<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35 37<br />
Glockenheide (Erica tetralix)<br />
(Blätter)<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35 37<br />
Anzahl <strong>der</strong> C-Atome<br />
18<br />
16<br />
14<br />
12<br />
10<br />
8<br />
6<br />
4<br />
2<br />
Besenheide (Calluna vulgaris)<br />
(Stengel+Wurzeln)<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35 37<br />
20<br />
18<br />
16<br />
14<br />
12<br />
10<br />
8<br />
6<br />
4<br />
2<br />
Glockenheide (Erica tetralix)<br />
(Stengel)<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35 37<br />
Anzahl <strong>der</strong> C-Atome<br />
100<br />
80<br />
60<br />
40<br />
20<br />
60<br />
50<br />
40<br />
30<br />
20<br />
10<br />
Glockenheide (Erica tetralix)<br />
(Feinwurzeln)<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
Glockenheide (Erica tetralix)<br />
(Wurzeln)<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35 37<br />
Anzahl <strong>der</strong> C-Atome<br />
Abb. 5.3.9: n-Alkanverteilungsmuster in Besenheide (Calluna vulgaris) und Glockenheide (Erica<br />
tetralix).<br />
Blätter <strong>der</strong> Glockenheide (Erica tetralix), die sich nach dem Winter braun verfärbt hatten,<br />
wurden nochmals auf ihren Gehalt an n-Alkanen untersucht (Abb. 5.3.9, rechts unten). Die<br />
beobachtete Anreicherung an n-Alkanen deutet auf einen selektiven Erhalt dieser<br />
Verbindungen hin. Der selektive Erhalt <strong>der</strong> n-Alkane ist unter aeroben Bedingungen<br />
ungewöhnlich, kann aber evtl. mit dem hohen Anteil an leicht abbaubarer Cellulose erklärt<br />
werden, <strong>der</strong> für die z.T. stark verholzenden Zwergsträucher typisch ist. Ein Vergleich mit<br />
Literaturdaten bestätigt die erhaltenen Verteilungsmuster (Nott et al., 2000; Pancost et al.,<br />
2002).<br />
Auch das Scheidige Wollgras (Eriophorum vaginatum) und die Rosmarienheide<br />
(Andromeda polifolia) zeigen in allen Pflanzenteilen ein für Hochmoorpflanzen typisches<br />
Verteilungsmuster mit einem unimodalen Maximum beim n-C 31 -Alkan (Abb. 5.3.10). Da<br />
auch die Blätter <strong>der</strong> Rosmarienheide im November noch grün waren, erfolgte eine<br />
Überprüfung des Verteilungsmusters durch Analyse vollständig abgestorbener, brauner<br />
Blätter im März des darauf folgenden Jahres.<br />
92
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
300<br />
Scheidiges Wollgras<br />
(Eriophorum vaginatum, Blätter)<br />
35<br />
Scheidiges Wollgras<br />
(Eriophorum vaginatum, Stengel)<br />
35<br />
Scheidiges Wollgras<br />
(Eriophorum vaginatum, Wurzeln)<br />
250<br />
30<br />
30<br />
µg/g TOC<br />
µg/g TOC<br />
200<br />
150<br />
100<br />
50<br />
800<br />
600<br />
400<br />
200<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
Rosmarinheide<br />
(Andromeda polifolia, Blätter)<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
Anzahl <strong>der</strong> C-Atome<br />
25<br />
20<br />
15<br />
10<br />
5<br />
100<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
80<br />
60<br />
40<br />
20<br />
Rosmarinheide<br />
(Andromeda polifolia, Stengel+Wurzeln)<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
Anzahl <strong>der</strong> C-Atome<br />
25<br />
20<br />
15<br />
10<br />
5<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
180<br />
160<br />
140<br />
120<br />
100<br />
80<br />
60<br />
40<br />
20<br />
Rosmarinheide<br />
(Andromeda polifolia, braune Blätter)<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
Anzahl <strong>der</strong> C-Atome<br />
Abb. 5.3.10: n-Alkanverteilungsmuster im Scheidigen Wollgras (Eriophorum vaginatum) und in<br />
<strong>der</strong> Rosmarienheide (Andromeda polifolia).<br />
Die n-Alkane zeigen ein identisches Verteilungsmuster, aber im Gegensatz zu den gealterten<br />
Blättern <strong>der</strong> Glockenheide (Erica tetralix) bei deutlich niedrigeren Gehalten, die auf einen<br />
signifikanten aeroben Abbau <strong>der</strong> n-Alkane hindeuten.<br />
µg/g TOC<br />
60<br />
50<br />
40<br />
30<br />
20<br />
10<br />
Gewöhnliche Moosbeere<br />
(Vaccinium oxycoccus, Blätter+Stengel)<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
Anzahl <strong>der</strong> C-Atome<br />
40<br />
30<br />
20<br />
10<br />
Gewöhnliche Moosbeere<br />
(Vaccinium oxycoccus, Wurzeln)<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
Anzahl <strong>der</strong> C-Atome<br />
160<br />
140<br />
120<br />
100<br />
80<br />
60<br />
40<br />
20<br />
Gewöhnliche Moosbeere<br />
(Vaccinium oxycoccus, Blätter März)<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
Anzahl <strong>der</strong> C-Atome<br />
Abb. 5.3.11: n-Alkanverteilungsmuster <strong>der</strong> Gewöhnlichen Moosbeere (Vaccinium oxycoccus).<br />
Eine zunächst ungewöhnliche n-Alkanverteilung zeigt die Moosbeere (Vaccinium<br />
oxycoccus), die eindeutig <strong>der</strong> Hochmoorvegetation zugeordnet werden kann (Grosse-<br />
Braukmann, 1996). Dennoch weist sie eine für Nie<strong>der</strong>moorvegetation typische Anreicherung<br />
des C 29 -n-Alkans in den Blättern auf (Abb. 5.3.11). Allerdings stammt das Pflanzenmaterial<br />
von keiner abgestorbenen Pflanze, denn zum Zeitpunkt <strong>der</strong> Probennahme (November 2001)<br />
waren die Blätter noch fest und grün, selbst die Beeren waren noch vorhanden. Hier wird<br />
erneut die große Bedeutung des Zeitpunkts <strong>der</strong> Probennahme deutlich, <strong>der</strong> den für jede<br />
93
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
Pflanze individuellen Vegetationszyklus berücksichtigen muss. Ein Vergleich mit<br />
Literaturdaten (Nott et al., 2000) bestätigt das erhaltene Verteilungsmuster. Auch hier liegt<br />
das Maximum beim C 29 -n-Alkan, gefolgt vom C 31 -n-Alkan. Es wurde anscheinend ebenfalls<br />
zu frisches und nicht vollständig abgestorbenes Pflanzenmaterial aufgearbeitet.<br />
Eine erneute Probenahme und Analyse im darauf folgenden März bestätigt diese<br />
Vermutung. Die immer noch dunkelgrün gefärbten Blätter <strong>der</strong> Moosbeere (Vaccinium<br />
oxycoccus) zeigen nun eine deutliche Anreicherung des für Hochmoorpflanzen typischen<br />
n-C 31 -Alkans im Vergleich mit dem Pflanzenmaterial aus dem Herbst zuvor. Darüber hinaus<br />
kommt es zu einer Anreicherung langkettiger n-Alkane in dem reiferen Pflanzenmaterial,<br />
sodass diese Verbindungen offenbar selektiv erhalten bleiben. Der ACL 27-33 -Wert für die<br />
grünen Blätter im November beträgt 29,1 und steigt auf 29,9 für die immer noch grünen<br />
Blätter im März des darauf folgenden Jahres. In den gealterten Blättern (März) ist <strong>der</strong> Gehalt<br />
an n-Alkanen etwa dreimal so hoch wie in den Blättern, die im November entnommen<br />
wurden. Da nicht sicher ist, wann die mehrjährigen Blätter absterben und <strong>der</strong> Torfbildung zur<br />
Verfügung stehen, kann mit einer weiteren Verschiebung zu längerkettigen Homologen und<br />
somit zu einem hochmoortypischen n-Alkanverteilungsmuster gerechnet werden.<br />
● n-Alkanverteilungsmuster in Torfmoosen (Sphagnum sp.)<br />
Für die n-Alkanverteilungsmuster in norddeutschen Hochmoortorfen sind die Torfmoose<br />
(Spagnum sp.) von entscheiden<strong>der</strong> Bedeutung (Göttlich, 1990). In noch wachsenden Mooren<br />
beherrschen sie die torfbildende Hochmoorvegetation fast vollständig. Alle an<strong>der</strong>en<br />
Pflanzenarten des Hochmoors müssen sich dem Höhenwachstum <strong>der</strong> Torfmoose anpassen.<br />
Die Gruppe <strong>der</strong> Torfmoose besteht aus mehreren Vegetationsgemeinschaften, <strong>der</strong>en<br />
Vorkommen eng mit den jeweiligen hydrologischen Bedingungen und <strong>der</strong><br />
Nährstoffversorgung am Standort verknüpft sind. So kann man je nach den unterschiedlichen<br />
Feuchtigkeitsansprüchen zwischen den an trockenen Standorten angepassten Bulttorfmoosen<br />
(z.B. Sphagnum magellanicum, S. rubellum) und den Schlenkentorfmoosen (z.B.<br />
Sphagnum palustre, S. cuspidatum) unterscheiden. Diese bevorzugen völlig an<strong>der</strong>e Umweltbedingungen<br />
hinsichtlich <strong>der</strong> Hydrologie des Standorts und <strong>der</strong> Nährstoffversorgung. Sie<br />
schwimmen häufig im Wasser o<strong>der</strong> ragen nur wenige Zentimeter aus dem sich in den<br />
Hochmoorschlenken angesammelten Wasser heraus. Die hydrologischen Bedingungen in den<br />
Hochmoorschlenken ähneln stark denen im Nie<strong>der</strong>moor, wobei <strong>der</strong> Mangel an Stickstoff und<br />
vor allem Phosphor die Ansiedelung von Nie<strong>der</strong>moorvegetation unterbindet.<br />
Wenn vor allem die hydrologischen Bedingungen am Standort <strong>der</strong> Pflanze die<br />
Biosynthese <strong>der</strong> n-Alkane beeinflussen, sollten sich die taxonomisch eng verwandten<br />
94
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
Sphagnum-Spezies an den jeweiligen Extremstandorten (beson<strong>der</strong>s nass/beson<strong>der</strong>s trocken)<br />
durch ihre n-Alkanverteilung unterscheiden lassen.<br />
Das Schlenkentorfmoos Sphagnum palustre zeigt im oberen, grünen Pflanzenteil ein<br />
bimodales Maximum bei den n-C 23 - und n-C 25 -Alkanen, das auch im unteren, braunen<br />
Pflanzenteil erhalten bleibt (Abb. 5.3.12). Allerdings nimmt bereits hier <strong>der</strong> Anteil an<br />
längerkettigen n-Alkanen (n-C 27 und n-C 29 ) sichtbar zu. Das Bultenmoos Sphagnum<br />
magellanicum zeigt ein unimodales Maximum bei n-C 25 im oberen, grünen Pflanzenteil, das<br />
ebenso im braunen unteren Teil erhalten bleibt. Aber auch hier nimmt insgesamt <strong>der</strong> Anteil<br />
<strong>der</strong> lägerkettigen n-Alkane im unteren Pflanzenteil zu. Ein Vergleich mit Literaturdaten zeigt<br />
für Sphagnum palustre eine gute Übereinstimmung (Baas et al. 2000). Für Sphagnum<br />
magellanicum fanden Nott et al. (2000) ein hochmoortypisches Verteilungsmuster mit einem<br />
Maximum beim n-C 31 -Alkan, wohingegen Baas et al. (2000) von einem n-Alkanverteilungsmuster<br />
mit einem unimodalem Maximum beim n-C 25 berichten (Abb. 5.3.12).<br />
30<br />
Sphagnum palustre<br />
(grüner Pflanzenteil)<br />
30<br />
Sphagnum palustre<br />
(brauner Pflanzenteil)<br />
60<br />
Sphagnum palustre<br />
(ganze Pflanze, Baas et al., 2000)<br />
25<br />
25<br />
50<br />
µg/g TOC<br />
20<br />
15<br />
10<br />
20<br />
15<br />
10<br />
40<br />
30<br />
20<br />
5<br />
5<br />
10<br />
µg/g TOC<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
100<br />
80<br />
60<br />
40<br />
20<br />
Sphagnum magellanicum<br />
(grüner Pflanzenteil)<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
60<br />
50<br />
40<br />
30<br />
20<br />
10<br />
Sphagnum magellanicum<br />
(brauner Pflanzenteil)<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
40<br />
30<br />
20<br />
10<br />
Sphagnum magellanicum<br />
(ganze Pflanze, Nott et al., 2000)<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
70<br />
Sphagnum cuspidatum<br />
(ganze Pflanze, Baas et al., 2000)<br />
100<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
Sphagnum rubellum<br />
(ganze Pflanze, Baas et al., 2000)<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
50<br />
Sphagnum magellanicum<br />
(ganze Pflanze, Baas et al., 2000)<br />
µg/g TOC<br />
60<br />
50<br />
40<br />
30<br />
20<br />
10<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
Anzahl <strong>der</strong> C-Atome<br />
80<br />
60<br />
40<br />
20<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
Anzahl <strong>der</strong> C-Atome<br />
40<br />
30<br />
20<br />
10<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
Anzahl <strong>der</strong> C-Atome<br />
Abb. 5.3.12: n-Alkanverteilungsmuster in Schlenkentorfmoosen (Sphagnum palustre,<br />
Sphagnum cuspidatum) und Bulttorfmoosen (Sphagnum magellanicum, Sphagnum<br />
rubellum).<br />
95
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
Diese deutlich unterschiedlichen Verteilungsmuster können nicht allein mit einem<br />
unterschiedlichen Zeitpunkt <strong>der</strong> Probenahme erklärt werden, da Torfmoose im Gegensatz zu<br />
an<strong>der</strong>en Pflanzen das ganze Jahr über scheinbar endlos weiter aufwachsen, während <strong>der</strong><br />
untere Pflanzenteil kontinuierlich abstirbt und bereits zur Torfbildung beiträgt. Vielmehr<br />
scheinen auch hier die standortspezifischen, vor allem hydrologischen Bedingungen von<br />
entscheiden<strong>der</strong> Bedeutung zu sein, da auch <strong>der</strong> Übergang von Bulttorfmoosen zu<br />
Schlenkentorfmoosen fließend verläuft.<br />
Eine eindeutige Unterscheidung <strong>der</strong> n-Alkanverteilungsmuster frischer Torfmoose ist<br />
anhand <strong>der</strong> Endglie<strong>der</strong> <strong>der</strong> nach hydrologischen Bedingungen differenzierten Vegetationsgemeinschaften<br />
möglich. Das nur an äußerst nassen Standorten vorkommende Torfmoos<br />
Sphagnum cuspidatum zeigt ein ausgeprägtes unimodales Maximum beim n-C 23 -Alkan,<br />
während das an lange Trockenperioden angepasste Torfmoos Sphagnum rubellum ein für<br />
Hochmoorpflanzen typisches n-Alkanverteilungsmuster mit einem Maximum beim n-C 31 -<br />
Alkan aufweist (Baas et al., 2000; Abb. 5.3.12 unten). Der für Hochmoorvegetation<br />
ungewöhnlich hohe Gehalt an kürzerkettigen n-Alkanen, insbeson<strong>der</strong>e n-C 23 und n-C 25 , in<br />
vielen Torfmoosen kann mit dem beson<strong>der</strong>en Aufbau dieser Pflanzen erklärt werden. Sie sind<br />
durch den anatomischen Bau ihrer Zellen in <strong>der</strong> Lage, das 15-30fache und mehr ihres<br />
Trockengewichts an Wasser aufzunehmen (Göttlich, 1990). Sie haben in den Blättern keine<br />
einheitlichen Zellen, son<strong>der</strong>n schmale, <strong>der</strong> Assimilation dienende Chlorophyllzellen zwischen<br />
großen, in trockenem Zustand mit Luft gefüllten Hyalinzellen. Diese können sich durch Poren<br />
mit Wasser voll saugen und geben es dann nur sehr langsam wie<strong>der</strong> ab. Sie wirken wie ein<br />
Schwamm und müssen daher beson<strong>der</strong>s elastisch sein. Diese Eigenschaft müssen auch die<br />
Cuticularwachse <strong>der</strong> Torfmoose erfüllen, z.B. durch die höhere Viskosität und niedrigeren<br />
Schmelzpunkte kürzerkettiger n-Alkane. Der hohe Wassergehalt <strong>der</strong> Pflanzen selbst macht sie<br />
für lange Zeit vom Nie<strong>der</strong>schlag unabhängig, sodass sie auf eine dicke, zähe Cuticula<br />
verzichten können und damit auch auf die Biosynthese beson<strong>der</strong>s langkettiger n-Alkane. Die<br />
n-Alkanverteilungsmuster in frischen Torfmoosen werden daher offenbar direkt von ihrem<br />
hohen Wassergehalt beeinflusst. Nach dem Verlust des zelleigenen Wassers und im Lauf <strong>der</strong><br />
Torfbildung kommt es zu einer deutlichen Verschiebung zu längerkettigen n-Alkanen, sodass<br />
bereits ein schwach zersetzter Sphagnum-Torf ein hochmoortypisches n-Alkanverteilungsmuster<br />
aufweist (Lethonen und Ketola, 1993). Die n-Alkanverteilungsmuster von Sphagnum-<br />
Torfen in Abhängigkeit von ihrem Zersetzungsgrad sind in Abb. 5.3.13 dargestellt.<br />
96
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
40<br />
Sphagnum- Torf (H1)<br />
40<br />
Sphagnum- Torf (H1-2)<br />
40<br />
Sphagnum- Torf (H2)<br />
30<br />
30<br />
30<br />
[%]<br />
20<br />
20<br />
20<br />
10<br />
10<br />
10<br />
0<br />
15 17 19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
0<br />
15 17 19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
0<br />
15 17 19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
40<br />
Sphagnum- Torf (H3-4)<br />
40<br />
Sphagnum- Torf (H4)<br />
30<br />
30<br />
[%]<br />
20<br />
20<br />
10<br />
10<br />
0<br />
15 17 19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
Anzahl C-Atome<br />
0<br />
15 17 19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
Abb. 5.3.13: n-Alkanverteilungsmuster in Sphagnum-Torfen in Abhängigkeit vom Grad <strong>der</strong><br />
Humifizierung (Lethonen & Ketola, 1993). Humifizierungsgrad nach von Post; H1<br />
= unzersetzt, H10 = sehr stark zersetzter Torf.<br />
5.3.7 ZUSAMMENFASSENDER VERGLEICH DER n-ALKANVERTEILUNGSMUSTER<br />
IN TORFBILDENDEN PFLANZEN<br />
Die torfbildende Vegetation lässt sich aufgrund <strong>der</strong> Standortfaktoren in natürlich<br />
vorkommende Vegetationsgemeinschaften glie<strong>der</strong>n. Diese Glie<strong>der</strong>ung beruht auf biotischen<br />
und abiotischen Einflüssen am Standort <strong>der</strong> Pflanze, wobei die Versorgung mit Nährstoffen<br />
und die hydrologischen Bedingungen von entscheiden<strong>der</strong> Bedeutung sind. Dabei<br />
repräsentieren die Umweltbedingungen im Nie<strong>der</strong>moor und Hochmoor die jeweiligen<br />
Extremstandorte.<br />
Eine hauptsächlich temperaturbeeinflusste Verteilung <strong>der</strong> n-Alkane in höheren<br />
Landpflanzen kann ausgeschlossen werden, da sowohl taxonomisch eng verwandte Spezies<br />
wie z.B. Eriophorum vaginatum (Scheidiges Wollgras) und Eriophorum angustifolium<br />
(Schmalblättriges Wollgras) unter gleichen Temperaturbedingungen völlig verschiedene<br />
n-Alkanverteilungsmuster aufweisen als auch eine weltweit verbreitete Spezies wie z.B.<br />
Phragmites australis (Schilfrohr) unter unterschiedlichsten Temperaturbedingungen ein<br />
n-Alkanverteilungsmuster mit gleicher Bevorzugung synthetisiert. Allerdings wurde eine<br />
leichte Verschiebung zu längerkettigen n-Alkanen in den Blattwachsen des Schilfrohrs<br />
(Phragmites australis) im direkten Vergleich nordeuropäischer Blätter mit den unter<br />
97
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
wärmerem Klima gewachsenen Blättern aus <strong>der</strong> Südtürkei festgestellt. Ob es sich dabei um<br />
einen additiven Temperaturfaktor handelt o<strong>der</strong> ein Einfluss <strong>der</strong> ariden Umweltbedingungen<br />
im Süden <strong>der</strong> Türkei sichtbar wird, bleibt ungeklärt.<br />
Eine von den hydrologischen Bedingungen gesteuerte n-Alkanverteilung in<br />
Blattwachsen wiesen Calvo et al. (2004) im organischen Material eines Sedimentkerns aus<br />
<strong>der</strong> Tasman-See nach. Dabei korrelierte eine höhere durchschnittliche Kettenlänge <strong>der</strong><br />
n-Alkane (Average Chain Length, ACL) mit den ariden Perioden während <strong>der</strong> Eiszeiten.<br />
Studien zur n-Alkanverteilung in Blattwachsen unter sich verän<strong>der</strong>nden<br />
Umweltbedingungen zeigen einen generellen Zusammenhang zwischen <strong>der</strong><br />
durchschnittlichen Kettenlänge <strong>der</strong> n-Alkane und sich verän<strong>der</strong>nden hydrologischen<br />
Umweltbedingungen (Dodd und Afzal-Rafii, 2000). Dabei kommt es unter „Wasserstress“-<br />
Bedingungen, ausgelöst durch Wassermangel o<strong>der</strong> hohe Verdunstungsraten, zur Synthese<br />
längerkettiger n-Alkane, mit denen die Pflanze offenbar eine effektivere Wachsschutzschicht<br />
gegen Austrocknung aufbauen kann. Dies entspricht auch den Ergebnissen <strong>der</strong> n-Alkananalyse<br />
<strong>der</strong> in dieser Arbeit analysierten Hochmoorvegetation.<br />
n-Alkane als Hauptbestandteile <strong>der</strong> Blattwachse schützen die Pflanze in erster Linie<br />
vor Austrocknung. Um diese Funktion optimal erfüllen zu können, kann eine an den<br />
jeweiligen Standort angepasste Variation <strong>der</strong> n-Alkankettenlängen stattfinden. Dadurch<br />
werden offenbar die physikalischen und chemischen Eigenschaften <strong>der</strong> Blattwachse in <strong>der</strong><br />
Cuticula wie z.B. Schmelzpunkt und Viskosität den jeweiligen Umweltbedingungen<br />
angepasst.<br />
In einer weiteren Studie wurde ein direkter Zusammenhang zwischen <strong>der</strong> n-Alkankettenlänge<br />
in den Blattwachsen und den jeweiligen hydrologischen Bedingungen anhand <strong>der</strong><br />
saisonalen Verän<strong>der</strong>ung <strong>der</strong> n-Alkanverteilungsmuster in 23 verschiedenen Grasarten in<br />
Südafrika nachgewiesen (Smith et al., 2001). Dabei stieg die durchschnittliche Kettenlänge<br />
<strong>der</strong> n-Alkane in <strong>der</strong> Trockenzeit im direkten Vergleich mit <strong>der</strong> vorausgegangenen Regenzeit<br />
um durchschnittlich 0,6 Kohlenstoffatome an. Somit können Gräser die Zusammensetzung<br />
<strong>der</strong> Blattwachse in eingeschränktem Maß auch innerhalb eines Jahres mehrmals den sich<br />
verän<strong>der</strong>nden hydrologischen Bedingungen am Standort anpassen und sich in <strong>der</strong> Trockenzeit<br />
durch die Synthese längerkettiger n-Alkane besser vor Austrocknung schützen. In <strong>der</strong><br />
gleichen Größenordnung liegt auch die beobachtete Verschiebung <strong>der</strong> durchschnittlichen<br />
Kettenlänge <strong>der</strong> n-Alkane in den Schilfblättern aus Nord-Deutschland im Vergleich zu<br />
Schilfblättern aus <strong>der</strong> Süd-Türkei (Abb. 5.3.2).<br />
98
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
Demnach wird die n-Alkanverteilung in Blattwachsen nicht, wie von Simoneit (1977)<br />
und Gagosian et al. (1987) beobachtet, primär von <strong>der</strong> Temperatur des Standorts gesteuert,<br />
son<strong>der</strong>n maßgeblich von den hydrologischen Wachstumsbedingungen am Standort. Pflanzen,<br />
die z.B. im Nie<strong>der</strong>moor permanenten Grundwasserkontakt haben o<strong>der</strong> durch hohe und<br />
regelmäßige Nie<strong>der</strong>schläge begünstigt sind, zeigen ein Maximum in ihrer n-Alkanverteilung<br />
bis zum n-Nonacosan o<strong>der</strong> kürzerkettigen Homologen. Dies erklärt auch das Maximum beim<br />
n-C 27 -Alkan im Verteilungsmuster <strong>der</strong> meisten Baumarten, da sie vom Standort unabhängig<br />
mit ihren tiefen Wurzeln immer eine ausreichende Versorgung mit Grundwasser sicherstellen<br />
können.<br />
Pflanzen, die von <strong>der</strong> Grundwasserversorgung abgeschnitten sind (z.B. alle<br />
Hochmoorpflanzen), und Pflanzen, die nur unregelmäßig o<strong>der</strong> geringen Nie<strong>der</strong>schlagsmengen<br />
ausgesetzt sind (z.B. Gräser <strong>der</strong> Savanne) und sich in stärkerem Maße vor Austrocknung<br />
schützen müssen, zeigen ein Maximum beim n-C 31 - o<strong>der</strong> n-C 33 -Alkan. Beson<strong>der</strong>s intensiv ist<br />
die jeweilige Bevorzugung in den Blättern <strong>der</strong> Pflanzen ausgeprägt, während die<br />
Bevorzugung zusammen mit den geringeren Gehalten in den Stängeln und Wurzeln <strong>der</strong><br />
Pflanzen zunehmend weniger signifikant ausgeprägt ist; dies ist ein weiterer Hinweis auf die<br />
Funktion <strong>der</strong> n-Alkane im Stoffwechsel <strong>der</strong> Pflanzen.<br />
Eine ausschließlich von <strong>der</strong> Nährstoffversorgung am Standort gesteuerte Synthese<br />
pflanzlicher n-Alkane kann ausgeschlossen werden, da z.B. Nie<strong>der</strong>moorpflanzen mit völlig<br />
unterschiedlichen Nährstoffansprüchen identische n-Alkanverteilungsmuster aufweisen.<br />
Dennoch führen die Anpassungsmechanismen torfbilden<strong>der</strong> Pflanzen an extremen<br />
Nährstoffmangel wie z.B. <strong>der</strong> xeromorphe Aufbau <strong>der</strong> Cuticula und die Verholzung <strong>der</strong><br />
Sprossachsen in Hochmoorpflanzen zu einer zusätzlichen Verschiebung im n-Alkanverteilungsmuster<br />
zu längerkettigen Verbindungen hin. Somit wirken die hydrologischen<br />
Bedingungen und die Nährstoffversorgung am Standort <strong>der</strong> Pflanze in gleicher Richtung auf<br />
die Biosynthese <strong>der</strong> n-Alkane in den Blattwachsen und erlauben eine Unterscheidung <strong>der</strong><br />
Blattwachse <strong>der</strong> Vegetationsgemeinschaften an den Extremstandorten Nie<strong>der</strong>moor und<br />
Hochmoor.<br />
Die Beschreibung torfbilden<strong>der</strong> Pflanzen und von Torfen in <strong>der</strong> Literatur bestätigt die<br />
Beobachtungen (u.a. Cranwell, 1973; Rieley et al., 1991; Farrimond und Flannagan, 1996)<br />
und unterstützt die Hypothese, Nie<strong>der</strong>moor- von Hochmoorvegetation aufgrund <strong>der</strong><br />
unterschiedlichen Zusammensetzung <strong>der</strong> Blattwachse durch einen n-Alkanparameter (AVI,<br />
n-Alkane Vegetation Indicator) unterscheiden zu können. Solch ein Parameter hat den<br />
Vorteil, dass einer Probe ein bestimmter numerischer Wert zugeordnet werden kann. Das<br />
99
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
Verhältnis <strong>der</strong> in Nie<strong>der</strong>moorpflanzen angereicherten ungeradzahligen n-Alkane (n-C 27 H 56 +<br />
n-C 29 H 60 ) zu den in Hochmoorpflanzen angereicherten ungeradzahligen n-Alkanen<br />
(n-C 31 H64+n-C 33 H 68 ) erlaubt auf <strong>der</strong> Basis <strong>der</strong> nun erweiterten Daten eine sichere Zuordnung<br />
<strong>der</strong> für die Entstehung <strong>der</strong> Küstentorfe relevanten Ursprungsvegetation (Tab. 5.3.2).<br />
Ein n-Alkanverhältnis deutlich >1 weist auf grundwasserbeeinflusste Vegetations-<br />
hin (Nie<strong>der</strong>moor-Vegetation), während ein Wert deutlich
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
Wassergehalt <strong>der</strong> Pflanzen selbst (Wasserspeicherzellen) und die beson<strong>der</strong>en Eigenschaften<br />
<strong>der</strong> Cuticula zurückzuführen. Wenn nach dem Absterben des frischen Pflanzenmaterials die<br />
Hyalinzellen <strong>der</strong> Torfmoose ihre Wasserspeicherfunktion verlieren, zeigen sie schon in <strong>der</strong><br />
frühen Phase <strong>der</strong> Humifizierung eine drastische Verschiebung zu höheren n-Alkankettenlängen<br />
(Abb. 5.3.13; Lethonen und Ketola, 1993).<br />
Bereits in einem mäßig humifizierten Sphagnumtorf wird ein hochmoortypisches<br />
n-Alkanverteilungsmuster mit einem Maximum beim n-C 31 -Alkan vorgefunden. Die<br />
hydrologischen Bedingungen am Standort <strong>der</strong> Pflanze und <strong>der</strong>en Fähigkeit, die<br />
Wasserversorgung durch Speicherung selbst über lange Zeit konstant zu halten, haben somit<br />
einen entscheidenden Einfluss auf die n-Alkanverteilung in den Blattwachsen <strong>der</strong> Torfmoose.<br />
Unter Berücksichtigung <strong>der</strong> nun vorliegenden Ergebnisse über die Biosynthese und<br />
den Erhalt von n-Alkanen in Cuticularwachsen ist es somit möglich, anhand eines Vergleichs<br />
von n-Alkanverteilungsmustern und <strong>der</strong> daraus abgeleiteten Parameter in einem Torf- o<strong>der</strong><br />
Sedimentprofil eine Verän<strong>der</strong>ung des pflanzlichen Eintrags und die damit verbundene<br />
Verän<strong>der</strong>ung <strong>der</strong> Umweltbedingungen am Ort und zum Zeitpunkt <strong>der</strong> Biosynthese des<br />
pflanzlichen Ursprungsmaterials nachzuweisen.<br />
101
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
5.4 PENTACYCLISCHE TRITERPENOIDKETONE UND –ALKOHOLE IN<br />
TORFBILDENDEN PFLANZEN<br />
Basierend auf den n-Alkanverteilungsmustern torfbilden<strong>der</strong> Pflanzen werden auch hier die<br />
Pflanzen nicht streng nach <strong>der</strong> Taxonomie innerhalb einer botanischen Familie abgegrenzt,<br />
son<strong>der</strong>n ebenfalls nach dem geobotanischen Ansatz ihrer Pflanzenvergesellschaftung<br />
(Vegetationsgemeinschaften) gegenübergestellt.<br />
Dieser Ansatz soll einen durch einen Vegetationswechsel verän<strong>der</strong>ten Eintrag von<br />
organischem Material bei <strong>der</strong> Torfbildung und beim Eintrag in die Wattsedimente<br />
nachvollziehbar machen, denn in den seltensten Fällen erfolgt eine durch Klima- o<strong>der</strong><br />
Meeresspiegelschwankungen hervorgerufene Vegetationsverän<strong>der</strong>ung durch den abrupten,<br />
zeitgleichen Wechsel aller Pflanzenspezies. Vielmehr kommt es zu einem zeitlich mehr o<strong>der</strong><br />
weniger zügigen Übergang von <strong>der</strong> bestehenden Vegetationsgemeinschaft zu einer neuen, in<br />
<strong>der</strong> vorhandene Spezies von besser an die verän<strong>der</strong>ten Umweltbedingungen angepassten<br />
Pflanzen verdrängt werden.<br />
Durch das hohe chemotaxonomische Potential <strong>der</strong> pentacyclischen Triterpenoide<br />
sollte eine eindeutige Zuordnung <strong>der</strong> torfbildenden Pflanzen zu ihrem spezifischen<br />
Vegetations- und Ablagerungsraum möglich sein. Insbeson<strong>der</strong>e <strong>der</strong> Übergang von <strong>der</strong><br />
Nie<strong>der</strong>moorvegetation zur Hochmoorvegetation sollte durch zunehmende Gehalte an<br />
Triterpenoiden in den torfbildenden Pflanzen erkennbar sein und möglichst durch<br />
vegetationsspezifische Triterpenoidverteilungsmuster weiter eingegrenzt werden können. In<br />
Tabelle 5.4.1 sind die systematischen Bezeichnungen <strong>der</strong> identifizierten Verbindungen und<br />
ihre Trivialnamen, die in den folgenden Kapiteln <strong>der</strong> besseren Übersichtlichkeit beibehalten<br />
werden, aufgelistet. Eine Auflistung <strong>der</strong> zahlreichen unbekannten Verbindungen (U3-U56)<br />
findet sich in tabellarischer Form im Anhang (Tab. 9.1.5). Eine Auswahl von Massenspektren<br />
einiger unbekannter Verbindungen ist im Abschnitt 9.2 zu finden.<br />
Tab. 5.4.1: Trivialname und systematischer Name <strong>der</strong> quantifizierten Triterpenoidketone und<br />
-alkohole in <strong>der</strong> Reihenfolge <strong>der</strong> gaschromatographischen Retentionszeit.<br />
Biomarker<br />
epi-Taraxerol<br />
Taraxerenon<br />
Oleanenon<br />
Ursenon<br />
Systematischer Name<br />
Taraxer-14-en-3α-ol<br />
Taraxer-14-en-3-on<br />
Olean-12-en-3-on<br />
Urs-12-en-3-on<br />
102
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
Fortsetzung Tab. 5.4.1<br />
Biomarker<br />
Lupenon<br />
δ-Amyrin<br />
Taraxerol<br />
β-Amyrin<br />
Lupanon<br />
Glutinon<br />
epi-Glutinol<br />
α-Amyrin<br />
Lupeol<br />
Lupanol<br />
Glutinol<br />
Friedelin<br />
Uvaol<br />
Betulin<br />
Betulinaldehyd<br />
Oleanolsäure<br />
Betulinsäure<br />
Ursolsäure<br />
Systematischer Name<br />
Lup-20(29)-en-3-on<br />
Olean-13(18)-en-3β-ol<br />
Taraxer-14-en-3β-ol<br />
Olean-12-en-3β-ol<br />
Lupan-3-on<br />
Glut-5-en-3-on<br />
Glut-5-en-3α-ol<br />
Urs-12-en-3β-ol<br />
Lup-20(29)-en-3β-ol<br />
Lupan-3β-ol<br />
Glut-5-en-3β-ol<br />
Friedelan-3-on<br />
Urs-12-en-3β,28-diol<br />
Lup-20(29)-en-3β,28-diol<br />
3β-Hydroxylup-20(29)-en-28-al<br />
Olean-12-en-3β-ol-28-carbonsäure<br />
Lup-20-(29)-en-3β-ol-28-carbonsäure<br />
Ursan-12-en-3β-ol-28-carbonsäure<br />
5.4.1 SALZWASSER UND MEERESSTRANDVEGETATION<br />
Sowohl das Echte Seegras (Zostera marina) als auch das Zwergseegras (Zostera noltii)<br />
enthalten in ihrer Biomasse keine pentacyclischen Triterpenoidketone und -alkohole.<br />
Stattdessen wurden zahlreiche Steroidalkohole mit überwiegend 29 Kohlenstoffatomen als<br />
Pflanzeninhaltsstoffe detektiert, die aufgrund ihres Vorkommens und nahezu identischer<br />
Verteilung in allen analysierten Pflanzen nicht als vegetationsspezifische Biomarker genutzt<br />
werden können.<br />
Das bereits zur terrestrischen Vegetation zählende Schlickgras (Spartina maritima)<br />
enthält in den analysierten Blättern und Stängeln dagegen Lupeol (955 µg/g TOC), drei<br />
weitere unbekannte Triterpenoidalkohole (U14, U15, U28; Massenspektren siehe Anhang<br />
Kapitel 9.2) und ein unbekanntes Triterpenoidketon, das durch Koelution mit einem <strong>der</strong><br />
103
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
Triterpenoidalkohole nicht identifizierbar ist. In <strong>der</strong> Summe enthält das Schlickgras Spartina<br />
maritima mit 1380 µg/g TOC eine ungewöhnlich hohe Menge an Verbindungen mit<br />
Triterpenoid-Struktur, die in Gebieten mit großflächiger Verbreitung des Schlickgrases<br />
durchaus zu dem Gesamtsignal terrestrischer Biomarker in den Wattsedimenten beitragen<br />
können.<br />
5.4.2 EUTRAPHENTE RÖHRICHTE UND GROSSSEGGENRIEDE<br />
● Schilfrohr (Phragmites australis)<br />
Die in Zusammenarbeit mit Freese (2001) analysierten Schilfpflanzen von drei<br />
unterschiedlichen Standorten enthalten geringe Mengen Taraxerol, das in Blättern <strong>der</strong><br />
Pflanzen aus Dangast und Oldenburg-Wechloy und in den Schilfrhizomen aus Edewecht mit<br />
Gehalten von 3-30 µg/g TOC nachgewiesen wurde. In Schilftorfen wurde Taraxerol bisher<br />
nur vereinzelt und mit sehr niedrigen Gehalten (0,5-5 µg/g TOC) detektiert. Da es aufgrund<br />
<strong>der</strong> sehr niedrigen Gehalte anscheinend zu keiner signifikanten Anreicherung von Taraxerol<br />
in Schilftorfen kommen kann, hat Taraxerol keine Biomarkerfunktion für den Eintrag von<br />
Phragmites australis in die Sedimente. Ohne systematische Verteilung innerhalb des<br />
Schilfrohrs wurde ein weiterer noch unbekannter Triterpenoidalkohol (U30) in einigen<br />
Pflanzenteilen nachgewiesen. Diese bereits in an<strong>der</strong>en torfbildenden Pflanzen (Schwarzerle,<br />
Alnus glutinosa; Torfmoos, Sphagnum palustre) nachgewiesene Verbindung wird auch in<br />
verschiedenen Nie<strong>der</strong>moor- und Übergangsmoortorfen mit Schilfanteil detektiert (Köller,<br />
2002; dort als U5 bezeichnet). Zusätzlich wurde in den Blättern und Stängeln des Schilfrohrs<br />
Cycloartenol, eine Vorläuferverbindung <strong>der</strong> Sterole bei <strong>der</strong> Biosynthese aus Squalenepoxid,<br />
mit Gehalten von 10-40 µg/g TOC nachgewiesen. Cycloartenol wurde bereits in Schilftorfen<br />
nachgewiesen (Köller, 1998), ist aber als häufig auftreten<strong>der</strong> Pflanzeninhaltsstoff nicht<br />
pflanzenspezifisch.<br />
In den zusätzlich analysierten Schilfblättern aus Polen sind keine Triterpenoide<br />
nachweisbar. Im Gegensatz dazu enthalten die Schilfblätter aus <strong>der</strong> Süd-Türkei 71 µg/g TOC<br />
Lupeol und 8 µg/g TOC des unbekannten Triterpenoidalkohols U30. Lupeol dominiert auch<br />
die Pflanzenteile <strong>der</strong> Familie <strong>der</strong> Betulaceae (Birken und Erlen) und gilt als Haupttriterpenoid<br />
des Rindenmaterials als typischer Indikator für eine zunehmende Verholzung des<br />
Pflanzenmaterials (Köller, 2002). Durch die Biosynthese von Lupeol in den Blattwachsen <strong>der</strong><br />
Schilfblätter werden diese möglicherweise besser vor Austrocknung geschützt, und sie könnte<br />
somit eine pflanzenspezifische Anpassung an das beson<strong>der</strong>s heiße und trockene Klima <strong>der</strong><br />
Süd-Türkei darstellen.<br />
104
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
● Weitere Pflanzen <strong>der</strong> Verlandungsvegetation im Nie<strong>der</strong>moor<br />
In den Blättern, Stängeln und Wurzeln des Rohrkolbens (Typha latifolia) sind keine<br />
Triterpenoidalkohole o<strong>der</strong> –ketone identifiziert worden. Auch in <strong>der</strong> Schnabelsegge (Carex<br />
rostrata) und <strong>der</strong> Blasensegge (Carex vesicaria) sind keine pentacyclischen Triterpenoide<br />
nachweisbar. Die Teichsimse (Schoenoplectus lacustris) enthält sehr geringe Mengen des<br />
unbekannten Triterpenoidalkohols U30 (32 µg/g TOC), während die Sumpfscheide (Cladium<br />
mariscus) als einzige Pflanze <strong>der</strong> Verlandungsvegetation α-Amyrin (260 µg/g TOC),<br />
β-Amyrin (201 µg/g TOC), den unbekannten Triterpenoidalkohol U30 (27 µg/g TOC) und<br />
einen weiteren unbekannten Triterpenoidalkohol enthält, <strong>der</strong> aufgrund eines unvollständigen<br />
Massenspektrums nicht identifiziert werden konnte (60 µg/g TOC; Abb. 5.4.1).<br />
Mit insgesamt 548 µg/g TOC enthält die Sumpfscheide eine signifikante Menge dieser<br />
eher für Hochmoorpflanzen typischen Biomarker. Allerdings stammt diese Pflanze nicht aus<br />
einem Habitat natürlicher Vegetationsgemeinschaften, son<strong>der</strong>n aus einer Nachzüchtung des<br />
botanischen Gartens <strong>der</strong> Universität Oldenburg. Die Aufzucht erfolgte in Gartenerde und<br />
unter Gewächshausklima. Es ist daher nicht auszuschließen, dass die beson<strong>der</strong>en<br />
Umweltbedingungen die Biosynthese pflanzlicher Sekundärstoffe signifikant beeinflusst<br />
haben.<br />
5.4.3 AUSTROCKNENDE NIEDERMOORE UND DER ÜBERGANG ZUM BRUCHWALD<br />
(ÜBERGANGSMOOR)<br />
Das Pfeifengras (Molinia caerulea) und die Flatterbinse (Juncus effusus) sind typische<br />
Vertreter früher Entwässerungsstadien eines Nie<strong>der</strong>moores, während <strong>der</strong> Sumpffarn<br />
(Thelypteris palustris) fast ausschließlich im Unterholz eines Erlen-Birkenbruchwaldes<br />
größere geschlossene Bestände aufbaut. Dieser Unterschied zeigt sich auch in <strong>der</strong><br />
Zusammensetzung <strong>der</strong> extrahierbaren Lipide. So können we<strong>der</strong> in den einzelnen ober- und<br />
unterirdischen Pflanzenteilen des Pfeifengrases (Molinia caerulea) noch in <strong>der</strong> Flatterbinse<br />
(Juncus effusus) Triterpenoide nachgewiesen werden, während in den Blättern des<br />
Sumpffarns (Thelypteris palustris) <strong>der</strong> unidentifizierte Triterpenoidalkohol U30 (125 µg/g<br />
TOC) und zwei weitere unbekannte Triterpenoidalkohole (U9 mit 110 µg/g TOC und U46 mit<br />
79 µg/g TOC) nachzuweisen sind. Die Pflanzenstängel des Sumpffarns enthalten nur geringe<br />
Mengen an den bereits in den Blättern vorkommenden Verbindungen U30 (92 µg/g TOC) und<br />
U46 (40 µg/g TOC). Der Speicherknoten des Sumpffarns enthält keine Triterpenoide,<br />
während in den Wurzeln zusätzlich zu den in den Blättern nachgewiesenen Verbindungen<br />
deutlich größere Mengen Betulin (504 µg/g TOC), Betulinsäure (135 µg/g TOC) und ein<br />
105
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
weiterer unbekannter Triterpenoidalkohol (U45, 201 µg/g TOC) nachweisbar sind. In Blättern<br />
des Sumpffarns, die bei einer erneuten Probennahme im März bereits deutliche Spuren einer<br />
mikrobiellen Überarbeitung zeigten, sind dagegen keine Triterpenoide mehr nachweisbar<br />
gewesen. Durch den aeroben Abbau vor allem oberirdischer pflanzlicher Biomasse, ist somit<br />
auch mit deutlichen Stoffverlusten <strong>der</strong> sonst unter anaeroben Bedingungen sehr<br />
abbauresistenten Triterpenoid-Biomarker zu rechnen.<br />
Das schmalblättrige Wollgras (Eriophorum angustifiolium) bildet als Differentialart<br />
für den Wechsel vom Nie<strong>der</strong>moor zum Hochmoor die so genannte Schwingrasengesellschaft<br />
aus, eine Alternative zum reinen Bruchwald. Obwohl das schmalblättrige Wollgras genetisch<br />
und botanisch eng mit dem scheidigem Wollgras (Eriophorum vaginatum) verwandt ist,<br />
kommt es ausschließlich im Übergangsmoor vor. Eriophorum angustifolium ist eine reine<br />
Schlenkenpflanze, da sie auf Staunässe (Grundwassereinfluss) angewiesen ist (Dierßen, 1996;<br />
Eber, 2001). Mit Ausnahme von geringen Mengen eines unbekannten Triterpenoidalkohols in<br />
den Stängeln (U17, 74 µg/g TOC) sind keine weiteren Triterpenoide in dieser Pflanze<br />
nachweisbar und ein weiterer Hinweis darauf, dass pentacyclische Triterpenoide keine<br />
charakteristischen Biomarker grundwasserabhängiger Nie<strong>der</strong>moorvegetation sind.<br />
5.4.4 KRAUTIGE PFLANZEN<br />
Ein ungewöhnlich zahlreiches Vorkommen pentacyclischer Triterpenoide wurde in <strong>der</strong><br />
Wasserminze (Mentha aquatica) und dem Ufer-Wolfstrapp (Lycopus europaeus)<br />
festgestellt (Abb. 5.4.1).<br />
300<br />
Sumpfscheide (Cladium mariscus)<br />
Blätter<br />
1000<br />
Wasserminze (Mentha aquatica)<br />
Blätter + Stengel<br />
1000<br />
Wolfstrapp (Lycopus europaeus)<br />
Blätter + Stengel<br />
250<br />
800<br />
800<br />
200<br />
150<br />
100<br />
600<br />
400<br />
600<br />
400<br />
50<br />
200<br />
200<br />
0<br />
beta-Amyrin<br />
alpha-Amyrin<br />
Lupeol<br />
Betulin<br />
Oleanolsäure<br />
Ursolsäure<br />
0<br />
beta-Amyrin<br />
alpha-Amyrin<br />
Lupeol<br />
Betulin<br />
Oleanolsäure<br />
Ursolsäure<br />
0<br />
beta-Amyrin<br />
alpha-Amyrin<br />
Lupeol<br />
Betulin<br />
Oleanolsäure<br />
Ursolsäure<br />
Abb. 5.4.1: Triterpenoidverteilungsmuster in <strong>der</strong> Sumpfscheide (Cladium mariscus) und in den<br />
krautigen Pflanzen Wasserminze (Mentha aquatica) und Wolfstrapp (Lycopus<br />
europaeus).<br />
106
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
Die zu den Lippenblütengewächsen (Lamiaceae) gehörenden Kräuter enthalten α-Amyrin,<br />
β-Amyrin und Oleanolsäure, <strong>der</strong> Ufer-Wolfstrapp zusätzlich noch Ursolsäure und geringe<br />
Mengen Lupeol (53 µg/g TOC), Betulin (41 µg/g TOC) und drei weitere unbekannte<br />
Triterpenoidalkohole in geringen Mengen (U14, U18, U19). Der Gesamtgehalt an<br />
Triterpenoiden ist mit 1543 µg/g TOC in <strong>der</strong> Wasserminze und 2217 µg/g TOC für den Ufer-<br />
Wolfstrapp signifikant. Zusammen mit <strong>der</strong> Sumpfscheide (Cladium mariscus) stammen die<br />
Pflanzen aus einer Nachzüchtung des botanischen Gartens in Oldenburg. Es kann nicht<br />
ausgeschlossen werden, dass es durch die nicht natürlichen Umweltbedingungen bei <strong>der</strong><br />
Vermehrung und Aufzucht <strong>der</strong> Pflanzen (künstliche Bewässerung, unnatürliches Substrat,<br />
Dünger, Gewächshaus) zu einer abweichenden Lipidzusammensetzung gekommen ist. Im<br />
Gegensatz zu den engen Variationsmöglichkeiten bei <strong>der</strong> Biosynthese lebensnotwendiger<br />
Primärstoffe (z.B. n-Alkane) können sich Pflanzen durch die Biosynthese von Sekundärstoffen<br />
anscheinend weitaus gezielter auf sich än<strong>der</strong>nde Umweltbedingungen einstellen.<br />
Auffällig ist z.B. das identische Triterpenoidverteilungsmuster in den Pflanzen (Abb.<br />
5.4.1). Offenbar haben die Umweltbedingungen am Standort <strong>der</strong> Pflanze einen großen<br />
Einfluss auf die Biosynthese pflanzlicher Sekundärstoffe. Dies wurde bereits deutlich durch<br />
das unerwartete Auftreten signifikanter Mengen von Lupeol in den Blättern des Schilfrohrs<br />
(Phragmites australis) aus <strong>der</strong> Süd-Türkei, <strong>der</strong>en Umweltbedingungen am Standort sich<br />
aufgrund <strong>der</strong> Unterschiede im Klima und in <strong>der</strong> Wasser- und Nährstoffversorgung deutlich<br />
von den Standortbedingungen von Schilfpflanzen in nördlicheren Regionen unterscheidet.<br />
5.4.5 PENTACYCLISCHE TRITERPENOIDE IN DER BRUCHWALDVEGETATION<br />
Birken-Erlenbruchwäl<strong>der</strong> sind als letztes Glied <strong>der</strong> Verlandungssukzession eines<br />
Nie<strong>der</strong>moores in Nordwest-Deutschland weit verbreitet. Allen Erlenbruchwäl<strong>der</strong>n gemeinsam<br />
ist eine Baumschicht, in <strong>der</strong> nur im Birken-Erlenbruchwald mit <strong>der</strong> Moorbirke (Betula<br />
pubescens) eine zweite Baumart die Schwarzerle (Alnus glutinosa) begleitet. In <strong>der</strong> Strauchund<br />
Krautschicht <strong>der</strong> Birken-Erlenbruchwäl<strong>der</strong> sind häufig auch <strong>der</strong> Wolfstrapp (Lycopus<br />
europaeus), <strong>der</strong> Sumpffarn (Thelypteris palustris) und die Wasserminze (Mentha aquatica)<br />
bestandsbildend.<br />
Die braunen, bereits abgeworfenen Blätter <strong>der</strong> Moorbirke (Betula pubescens)<br />
enthalten als einziges Triterpenoid den unbekannten Alkohol U30 mit 346 µg/g TOC und<br />
stellen somit im Gegensatz zur großen Bedeutung <strong>der</strong> Blätter bei dem Eintrag von n-Alkanen<br />
in einen Torf keine bedeutende Quelle für Triterpenoide dar.<br />
107
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
Um den Ort <strong>der</strong> Anreicherung <strong>der</strong> pentacyclischen Triterpenoide innerhalb <strong>der</strong> Rinde<br />
<strong>der</strong> Moorbirke weiter differenzieren zu können, wurde die obere papierdünne, weiß gefärbte<br />
Rindenschicht von <strong>der</strong> darunter liegenden, etwa 1 mm dicken Rindenborke eines bereits<br />
abgestorbenen Baumes abgelöst und separat analysiert. Ebenso wurde zum Vergleich frisches<br />
Birkenrindenmaterial aufgearbeitet, um eventuell Verän<strong>der</strong>ungen im Verteilungsmuster nach<br />
dem Absterben feststellen zu können.<br />
In <strong>der</strong> oberen weißen Schicht <strong>der</strong> Rinde <strong>der</strong> bereits seit einigen Jahren abgestorbenen<br />
Moorbirke sind außergewöhnlich hohe Gehalte an pentacyclischen Triterpenoiden<br />
nachweisbar (Abb. 5.4.2).<br />
Betula pubescens (Rinde, obere Schicht)<br />
Betula pubescens (Rinde, untere Schicht)<br />
Betula pubescens (frische Rinde)<br />
Konzentration [µg/g TOC]<br />
50000<br />
3000<br />
2000<br />
1000<br />
0<br />
U1<br />
U2U6<br />
ß-Amyrin<br />
U9<br />
U10<br />
Lupeol<br />
U20<br />
U27<br />
U30<br />
Uvaol<br />
U34<br />
Betulin<br />
U38<br />
Betulinaldeyd<br />
Betulinsäure<br />
U48<br />
800<br />
600<br />
400<br />
200<br />
0<br />
U1<br />
U2U6<br />
ß-Amyrin<br />
U9<br />
U10<br />
Lupeol<br />
U20<br />
U27<br />
U30<br />
Uvaol<br />
U34<br />
Betulin<br />
U38<br />
Betulinaldeyd<br />
Betulinsäure<br />
U48<br />
39000<br />
38000<br />
2000<br />
1000<br />
0<br />
U1<br />
U2U6<br />
ß-Amyrin<br />
U9<br />
U10<br />
Lupeol<br />
U20<br />
U27<br />
U30<br />
Uvaol<br />
U34<br />
Betulin<br />
U38<br />
Betulinaldeyd<br />
Betulinsäure<br />
U48<br />
Abb. 5.4.2: Verteilungsmuster <strong>der</strong> Triterpenoide in <strong>der</strong> Moorbirke (Betula pubescens).<br />
Das Verteilungsmuster <strong>der</strong> Triterpenoide in <strong>der</strong> oberen Rindenschicht wird deutlich vom<br />
Triterpenoidalkohol Lupeol dominiert, <strong>der</strong> mit 51.200 µg/g TOC auch die höchste<br />
Konzentration in <strong>der</strong> gesamten Lipidfraktion aufweist. Daneben kommen vor allem weitere<br />
Lupan<strong>der</strong>ivate wie Betulin, Betulinaldeyd und Betulinsäure, aber auch β-Amyrin und einige<br />
weitere unbekannte Triterpenoidalkohole vor (Abb. 5.4.2). Das Vorkommen <strong>der</strong><br />
identifizierten Triterpenoide in <strong>der</strong> Birkenrinde wurde bereits von an<strong>der</strong>en Autoren<br />
beschrieben (Hegnauer, 1962; Köller, 2002) und unterscheidet sich nicht wesentlich vom<br />
frischen Rindenmaterial <strong>der</strong> Moorbirke (Abb. 5.4.2). In dem frischen Material konnte<br />
allerdings we<strong>der</strong> Betulinaldeyd noch Uvaol nachgewiesen werden.<br />
In <strong>der</strong> unteren, eigentlichen Rindenborke sind wesentlich geringere Mengen<br />
pentacyclischer Triterpenoide enthalten, ein Hinweis auf die beson<strong>der</strong>e Funktion <strong>der</strong><br />
Triterpenoide in <strong>der</strong> Oberrinde <strong>der</strong> Pflanze, die vor allem zum Schutz vor Fraßfeinden<br />
(Herbivoren) dienen. Betulin und Lupeol bilden in <strong>der</strong> unteren Schicht <strong>der</strong> Rinde die<br />
Hauptkomponenten und gelten als charakteristisch für Birkengewächse (Betulaceae)<br />
(Hegnauer, 1962).<br />
108
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
Alnus glutinosa (Rinde)<br />
Alnus glutinosa (Rinde Köller, 2002)<br />
Alnus glutinosa (Blätter Köller, 2002)<br />
Konzentration [µg/g TOC]<br />
800<br />
600<br />
400<br />
200<br />
0<br />
Taraxerenon<br />
Oleanenon<br />
Lupenon<br />
Taraxerol<br />
beta-Amyrin<br />
Glutinon<br />
epi-Glutinol<br />
alpha-Amyrin<br />
Lupeol<br />
U30<br />
U23U35U39<br />
Betulinaldeyd<br />
Betulinsäure<br />
2500<br />
2000<br />
1500<br />
1000<br />
500<br />
0<br />
Taraxerenon<br />
Oleanenon<br />
Lupenon<br />
Taraxerol<br />
beta-Amyrin<br />
Glutinon<br />
epi-Glutinol<br />
alpha-Amyrin<br />
Lupeol<br />
U30<br />
U23U35U39<br />
Betulin<br />
Betulinaldeyd<br />
Betulinsäure<br />
400<br />
300<br />
200<br />
100<br />
0<br />
Taraxerenon<br />
Oleanenon<br />
Lupenon<br />
Taraxerol<br />
beta-Amyrin<br />
Glutinon<br />
epi-Glutinol<br />
alpha-Amyrin<br />
Lupeol<br />
U30<br />
U23U35U39<br />
Abb. 5.4.3: Verteilungsmuster <strong>der</strong> Triterpenoide in <strong>der</strong> Schwarzerle (Alnus glutinosa).<br />
Betulin<br />
Betulinaldeyd<br />
Betulinsäure<br />
Auch in <strong>der</strong> Schwarzerle (Alnus glutinosa) werden in <strong>der</strong> Rinde vor allem Lupan<strong>der</strong>ivate<br />
gefunden. Es dominieren Betulinsäure, Betulin, Lupeol und Betulinaldehyd.<br />
Interessanterweise wurde die Betulinsäure, die den höchsten Gehalt aller Triterpenoide<br />
aufweist, in <strong>der</strong> von Köller (2002) analysierten Probe überhaupt nicht nachgewiesen, statt<br />
dessen wurde ein wesentlich höherer Gehalt an Lupenon festgestellt (Abb. 5.4.3).<br />
Die Blätter <strong>der</strong> Schwarzerle enthalten deutlich mehr Triterpenoide als die Blätter <strong>der</strong><br />
Moorbirke und sind daher als eine potentielle Quelle dieser Biomarker zu werten, wenn<br />
günstige Bedingungen während <strong>der</strong> Torfbildung einen Eintrag und den Erhalt von<br />
Blattmaterial erlauben. Die Namensgebung <strong>der</strong> Triterpenoide Glutinol (Glut-5-en-3β-ol) und<br />
Glutinon (Glut-5-en-3-on) weisen auf ihre Herkunft bzw. erste Identifizierung hin, da sie vor<br />
allem in Pflanzenbestandteilen von Alnus glutinosa gefunden wurden (Hegnauer, 1962).<br />
Beide Verbindungen wurden von Köller (2002) in den Blättern <strong>der</strong> Schwarzerle<br />
nachgewiesen, allerdings dominierten die Alkohole Lupeol und epi-Glutinol (Glut-5-en-3αol)<br />
das Verteilungsmuster. β-Amyrin, Taraxerol, Betulin, Glutinon und α-Amyrin sind die<br />
weiteren pentacyclischen Verbindungen, die in Blättern <strong>der</strong> Schwarzerle vorkommen und<br />
bereits von Köller (2002) als typische Bruchwald-Triterpenoide systematisiert worden sind.<br />
Die äußerst ungünstigen Erhaltungsbedingungen für oberirdische Pflanzenteile wie das<br />
Falllaub <strong>der</strong> Bruchwaldvegetation im austrocknenden Übergangsmoor schränken die<br />
Bedeutung <strong>der</strong> hoch konzentrierten Triterpenoide in den Blättern stark ein und können nur zu<br />
einem sehr geringen Teil durch die große Menge an abgeworfener Biomasse ausgeglichen<br />
werden. In den meisten Fällen erfolgt ein vollständiger, aerober Abbau an <strong>der</strong><br />
Bodenoberfläche o<strong>der</strong> in <strong>der</strong> oberen Bodenschicht durch die sehr aktive mikrobielle<br />
Lebensgemeinschaft <strong>der</strong> Übergangsmoore.<br />
Vergleichende Analysen, um den für das Norddeutsche Tiefland typischen Erlen-<br />
(Birken)-Bruchwald von <strong>der</strong> Baumvegetation kontinental beeinflusster Kiefernwäl<strong>der</strong><br />
109
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
abzugrenzen, wurden an <strong>der</strong> Waldkiefer (Pinus sylvestris) durchgeführt. Diese enthält keine<br />
bekannten pentacyclischen Triterpenoide in ihren Nadeln, Ästen o<strong>der</strong> <strong>der</strong> Rinde. Es wurden<br />
lediglich die beiden unbekannten Verbindungen U52 (610 µg/ TOC) und U53 (266 µg/g<br />
TOC) in den Ästen und U52 (222 µg/g TOC) in <strong>der</strong> Borke nachgewiesen, <strong>der</strong>en Fragmente im<br />
Massenspektrum auf eine triterpenoidtypische Grundstruktur hindeuten (Massenspektrum<br />
siehe Anhang). Auch in an<strong>der</strong>en Studien wurden in Koniferen (Nadelhölzern) keine<br />
Triterpenoide nachgewiesen. Dort werden sie durch die leichtflüchtigen Flavonoide ersetzt,<br />
die für Koniferen charakteristisch sind und sich dort beson<strong>der</strong>s in <strong>der</strong> Rinde anreichern<br />
(Hernes und Hedges, 2004).<br />
5.4.6 PENTACYCLISCHE TRITERPENOIDE IN DER HOCHMOORVEGETATION<br />
Die Verteilung <strong>der</strong> Triterpenoide innerhalb <strong>der</strong> Pflanzen kann wichtige Hinweise auf die<br />
Funktion dieser pflanzlichen Sekundärstoffe geben und erlaubt Aussagen über das<br />
chemotaxonomische Potential dieser Verbindung und somit über die Eignung als Biomarker<br />
einer Vegetationsgemeinschaft. Die getrennte Analyse des oberen grünen, endlos<br />
aufwachsenden Pflanzenteils des Hochmoor-Laubmooses Aulacomnium palustre<br />
(Sternstreifenmoos) und des braunen, am unteren Ende bereits im Torfentstehungsprozess<br />
befindlichen Pflanzenteils zeigt eine völlig unterschiedliche Verteilung <strong>der</strong> Triterpenoide<br />
innerhalb <strong>der</strong> Pflanze (Abb.5.4.4).<br />
Sternstreifenmoos (Aulacomnium palustre)<br />
grüner Pflanzenteil<br />
1200<br />
Sternstreifenmoos (Aulacomnium palustre)<br />
brauner Pflanzenteil<br />
1200<br />
Konzentration [µg/g TOC]<br />
1000<br />
800<br />
600<br />
400<br />
200<br />
1000<br />
800<br />
600<br />
400<br />
200<br />
0<br />
Ursenon<br />
beta-Amyrin<br />
alpha-Amyrin<br />
Lupeol<br />
Oleanolsäure<br />
Ursolsäure<br />
U49<br />
0<br />
Ursenon<br />
beta-Amyrin<br />
alpha-Amyrin<br />
Lupeol<br />
Oleanolsäure<br />
Ursolsäure<br />
U49<br />
Abb. 5.4.4: Verteilung <strong>der</strong> Triterpenoide im Sternstreifenmoos (Aulacomnium palustre).<br />
Während im frischen, grünen Pflanzenteil nur geringe Mengen Ursolsäure (241 µg/g TOC)<br />
und β-Amyrin in Spuren nachgewiesen wurden, enthält <strong>der</strong> untere, bereits braune Pflanzenteil<br />
zahlreiche Triterpenoidalkohole und –ketone in hoher Konzentration.<br />
Sehr wahrscheinlich findet die Biosynthese <strong>der</strong> Triterpenoide zeitlich später im<br />
Vegetationszyklus statt o<strong>der</strong> die Biosynthese pentacyclischer Triterpenoide als<br />
110
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
Schutzsubstanz in den Cuticularwachsen wird erst durch den stärkeren Kontakt des unteren<br />
Pflanzenteils mit einer mikrobiell aktiveren Bodenschicht induziert. Eine Anreicherung <strong>der</strong><br />
oft toxisch wirkenden Triterpenoide im Sekundärstoffwechsel <strong>der</strong> unteren Pflanzenteile soll<br />
somit offenbar einen Angriff durch die mikrobielle Hochmoorfauna erschweren.<br />
Die Besenheide (Calluna vulgaris) enthält zahlreiche Triterpenoidalkohole und<br />
-ketone in den für Hochmoorvegetation typisch hohen Gehalten in allen Pflanzenteilen (Abb.<br />
5.4.5). Während in den Blättern und Blüten α- und β-Amyrin neben Oleanol- und Ursolsäure<br />
dominieren, sind in den Stängeln und Wurzeln neben Friedelin beson<strong>der</strong>s die unbekannte<br />
Verbindung U4 und zwei weitere unbekannte Triterpenoidketone (u2 und u4) dominant. Es<br />
muss sich also um spezifische Biomoleküle handeln, <strong>der</strong>en Verteilung sich aus <strong>der</strong> jeweiligen<br />
Funktion des Pflanzenteils ergibt. Die Verbindungen u2 und u4 wurden bereits in<br />
Hochmoortorfen nahe Aurich (Rautenberg, 1999) und im Wangerland (Köller, 2002)<br />
identifiziert. Ein hohes chemotaxonomisches Potential dieser Verbindungen wurde bereits<br />
vermutet, da sie aber bisher noch keinem pflanzlichen Ursprung zugeordet werden konnten,<br />
war eine chemotaxonomische Verknüpfung bisher nicht möglich (Köller, 2002). Die<br />
Besenheide (Calluna vulgaris) stellt somit eine erste potentielle Quelle für diese nun<br />
hochmoortypischen Verbindungen da.<br />
Besenheide (Calluna vulgaris)<br />
Blätter und Blüten<br />
Besenheide (Calluna vulgaris)<br />
Stengel<br />
Besenheide (Calluna vulgaris)<br />
Wurzeln<br />
Konzentration [µg/g TOC]<br />
1400<br />
1200<br />
1000<br />
800<br />
600<br />
400<br />
200<br />
0<br />
epi-Taraxerol<br />
Taraxerenon<br />
u1<br />
U4<br />
u2<br />
beta-Amyrin<br />
alpha-Amyrin<br />
U3<br />
U14<br />
U22<br />
u3<br />
Lupeol<br />
Friedelin<br />
U29<br />
U31<br />
u4<br />
Uvaol<br />
Oleanolsäure<br />
U43<br />
Ursolsäure<br />
U49<br />
1400<br />
1200<br />
1000<br />
800<br />
600<br />
400<br />
200<br />
0<br />
epi-Taraxerol<br />
Taraxerenon<br />
u1<br />
U4<br />
u2<br />
beta-Amyrin<br />
alpha-Amyrin<br />
U3<br />
U14<br />
U22<br />
u3<br />
Lupeol<br />
Friedelin<br />
U29<br />
U31<br />
u4<br />
Uvaol<br />
Oleanolsäure<br />
U43<br />
Ursolsäure<br />
U49<br />
1400<br />
1200<br />
1000<br />
800<br />
600<br />
400<br />
200<br />
0<br />
epi-Taraxerol<br />
Taraxerenon<br />
u1<br />
U4<br />
u2<br />
beta-Amyrin<br />
alpha-Amyrin<br />
U3<br />
U14<br />
U22<br />
u3<br />
Lupeol<br />
Friedelin<br />
U29<br />
U31<br />
u4<br />
Uvaol<br />
Oleanolsäure<br />
U43<br />
Ursolsäure<br />
U49<br />
Abb. 5.4.5: Vorkommen pentacyclischer Triterpenoide in <strong>der</strong> Besenheide (Calluna vulgaris).<br />
Eine chemotaxonomische Überprüfung <strong>der</strong> Triterpenoidketone u2 und u4 an zwei<br />
Übergangsmoortorfen (Aur-2,00-2,06 m und Wangerland W5-6,38-6,40 m) bescheinigt dem<br />
Triterpenoidketon u4 eine hohe Spezifität im Hinblick auf den Eintrag von Besenheide. Die<br />
Verbindung u2 war dagegen auch in Hochmoortorfen ohne erkennbaren Eintrag von<br />
Besenheide präsent. Darüber hinaus lassen sich Aussagen über das Erhaltungspotential <strong>der</strong><br />
einzelnen Pflanzenteile bei <strong>der</strong> Torfbildung ableiten, da u4 nicht in den Blättern, son<strong>der</strong>n nur<br />
in den Stängeln und vor allem in den Wurzeln <strong>der</strong> Besenheide vorkommt. Im Vergleich zu<br />
111
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
den Pflanzenblättern bestätigt sich für diese Pflanzenteile demnach ein erhöhtes<br />
Erhaltungspotential während <strong>der</strong> Torfbildung, wenn das Triterpenoidketon u4 in signifikanten<br />
Mengen in Calluna vulgaris-Torfen enthalten ist. Auch das für Hochmoortorfe<br />
charakteristische Triterpenoidketon Friedelin findet sich ausschließlich in den Stängeln und<br />
Wurzeln <strong>der</strong> Besenheide, was ebenfalls für ein erhöhtes Erhaltungspotential <strong>der</strong><br />
unterirdischen Pflanzenteile spricht.<br />
Konzentration [µg/g TOC]<br />
16000<br />
14000<br />
12000<br />
10000<br />
8000<br />
6000<br />
4000<br />
2000<br />
0<br />
50000<br />
delta-Amyrin<br />
beta-Amyrin<br />
Glockenheide (Erica tetralix)<br />
Blüten<br />
U11<br />
U13<br />
alpha-Amyrin<br />
Lupeol<br />
U26<br />
Uvaol<br />
Oleanolsäure<br />
Ursolsäure<br />
unges. Ursols.<br />
Glockenheide (Erica tetralix)<br />
Blätter (Pancost et al.,2002)<br />
80000<br />
60000<br />
40000<br />
20000<br />
0<br />
2500<br />
delta-Amyrin<br />
beta-Amyrin<br />
Glockenheide (Erica tetralix)<br />
Blätter<br />
U11<br />
U13<br />
alpha-Amyrin<br />
Lupeol<br />
U26<br />
Uvaol<br />
Oleanolsäure<br />
Ursolsäure<br />
unges. Ursols.<br />
Glockenheide (Erica tetralix)<br />
Stengel (Pancost et al.,2002)<br />
3000<br />
2500<br />
2000<br />
1500<br />
1000<br />
500<br />
12000<br />
0<br />
delta-Amyrin<br />
beta-Amyrin<br />
Glockenheide (Erica tetralix)<br />
Stengel + Wurzeln<br />
U11<br />
U13<br />
alpha-Amyrin<br />
Lupeol<br />
U26<br />
Uvaol<br />
Oleanolsäure<br />
Ursolsäure<br />
unges. Ursols.<br />
Glockenheide (Erica tetralix)<br />
Feinwurzeln (Pancost et al., 2002)<br />
Konzentration [µg/g TG]<br />
40000<br />
30000<br />
20000<br />
10000<br />
2000<br />
1500<br />
1000<br />
500<br />
10000<br />
8000<br />
6000<br />
4000<br />
2000<br />
0<br />
delta-Amyrin<br />
beta-Amyrin<br />
alpha-Amyrin<br />
Lupeol<br />
Oleanolsäure<br />
Ursolsäure<br />
unges. Ursols.<br />
0<br />
delta-Amyrin<br />
beta-Amyrin<br />
alpha-Amyrin<br />
Lupeol<br />
Oleanolsäure<br />
Ursolsäure<br />
unges. Ursols.<br />
0<br />
delta-Amyrin<br />
beta-Amyrin<br />
alpha-Amyrin<br />
Lupeol<br />
Oleanolsäure<br />
Ursolsäure<br />
unges. Ursols.<br />
Abb. 5.4.6: Triterpenoidverteilung in <strong>der</strong> Glockenheide (Erica tetralix).<br />
Beson<strong>der</strong>s hohe Gehalte an pentacyclischen Triterpenoiden wurden in <strong>der</strong> Glockenheide<br />
(Erica tetralix) nachgewiesen (Abb. 5.4.6). Die Summe aller quantifizierbaren Triterpenoide<br />
beträgt mit 212,8 mg/g TOC in den Blättern über 20% <strong>der</strong> in n-Hexan löslichen Biomasse.<br />
Dabei entfallen 87,8 mg/g auf Lupeol, 54,6 mg/g auf α-Amyrin, 33,6 mg/g auf β-Amyrin,<br />
32,6 mg/g auf die unbekannte Verbindung U13, die ausschließlich in den Blättern vorkommt,<br />
0,8 mg/g auf δ-Amyrin und 0,7 mg/g auf Oleanolsäure bzw. 0,4 mg/g Ursolsäure.<br />
Die Blüten von Erica tetralix enthalten mit insgesamt 39,7 mg/g TOC bereits deutlich<br />
weniger Triterpenoide, auch das Verteilungsmuster zeigt eine an<strong>der</strong>sartige Bevorzugung <strong>der</strong><br />
einzelnen Verbindungen. Die Wurzeln enthalten mit 8,4 mg/g TOC relativ geringe Mengen an<br />
Triterpenoiden mit einer auffällig hohen Konzentration an Ursolsäure.<br />
Pancost et al. (2002) identifizierten identische Verbindungen, allerdings mit zum Teil<br />
112
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
deutlich abweichenden Verteilungsmustern (Abb. 5.4.6). In den in dieser Studie analysierten<br />
Blättern <strong>der</strong> Glockenheide war vor allem Ursolsäure dominant. Außerdem wurden große<br />
Mengen eines ungesättigten Ursolsäure<strong>der</strong>ivats detektiert, welches auch in den Stängeln und<br />
Wurzeln <strong>der</strong> Pflanzen nachweisbar war.<br />
Die am Ende <strong>der</strong> Vegetationsperiode im November entnommenen Pflanzen dieser<br />
Studie enthalten nur im Stängel-Wurzel-Teil <strong>der</strong> Pflanze geringe Mengen dieser Verbindung.<br />
Ein frühdiagenetischer Umwandlungsprozess erscheint hier wegen <strong>der</strong> geringeren Stabilität<br />
und damit erhöhten Reaktivität <strong>der</strong> ungesättigten Verbindung am wahrscheinlichsten. Da in<br />
<strong>der</strong> Vergleichsstudie (Pancost et al., 2002) <strong>der</strong> Zeitpunkt <strong>der</strong> Probennahme nicht genannt<br />
wird, liegt die Vermutung nahe, dass hier sehr frisches Pflanzenmaterial aufgearbeitet wurde.<br />
Trotz möglicher frühdiagenetischer Umwandlungsprozesse während <strong>der</strong> Torfbildung<br />
sollten sich die Triterpenoide α-Amyrin, β-Amyrin und Lupeol auch in Hochmoortorfen mit<br />
hohem Gehalt an Erica tetralix in erhöhter Konzentration nachweisen lassen. Ein Vergleich<br />
mit einer Hochmoortorfsequenz aus dem Auricher Moor (Norddeutschland), in <strong>der</strong> Erica<br />
tetralix laut Großrestanalyse Hauptbestandteil ist, bestätigt diese Vermutung. Das<br />
Verteilungsmuster <strong>der</strong> Triterpenoidalkohole zeigt ein Maximum bei Lupeol, gefolgt von α-<br />
Amyrin. Neben β-Amyrin wurde noch Germanicol und das häufig vorkommende Taraxerol in<br />
signifikanten Mengen gefunden (Rautenberg, 1997). Die beiden letztgenannten Verbindungen<br />
und zusätzlich einige Triterpenoidketone könnten aus <strong>der</strong> Begleitvegetation stammen. In<br />
diesem bereits stark zersetzten Torf, <strong>der</strong> laut Großrestanalyse als Hochmoorwald-Heidetorf<br />
anzusprechen ist, wurde neben <strong>der</strong> Glockenheide (Erica tetralix) noch <strong>der</strong> Eintrag von Birke<br />
(Betula pubescens), Wollgras (Eriophorum vaginatum) und verschiedenen Torf- und<br />
Laubmoosen (Sphagnum sp. bzw. Polytrichum sp.) nachgewiesen. Vor allem die Reste von<br />
Birken (Betula sp.) können mit ihren ebenfalls hohen Gehalten von Lupeol das<br />
Verteilungsmuster überprägen und eine Differenzierung zwischen Bruchwald- und<br />
Hochmoorvegetation erschweren.<br />
Die gewöhnliche Moosbeere (Vaccinium oxycoccus) enthält in ihren Früchten außer<br />
einer geringen Menge Oleanolsäure keine weiteren pentacyclischen Triterpenoide, während<br />
die Blätter und Stängel hohe Gehalte an Taraxerol (7700 µg/g TOC), α-Amyrin (2700 µg/g<br />
TOC), Lupeol (2500 µg/g TOC), Ursolsäure (2000 µg/g TOC) und β-Amyrin (2000 µg/g<br />
TOC) aufweisen (Abb. 5.4.7). In den Wurzeln <strong>der</strong> Moosbeere finden sich die gleichen<br />
Verbindungen in nahezu identischer Verteilung bei etwas geringeren Gehalten. Zusätzlich<br />
sind noch Taraxerenon und <strong>der</strong> unbekannte Triterpenoidalkohol U3 (Massenspektrum siehe<br />
Anhang) nachweisbar.<br />
113
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
8000<br />
Moosbeere (Vaccinium oxycoccus)<br />
Beeren<br />
8000<br />
Moosbeere (Vaccinium oxycoccus)<br />
Blätter + Stengel<br />
8000<br />
Moosbeere (Vaccinium oxycoccus)<br />
Wurzeln<br />
Konzentration [µg/g TOC]<br />
6000<br />
4000<br />
2000<br />
6000<br />
4000<br />
2000<br />
6000<br />
4000<br />
2000<br />
0<br />
Taraxerenon<br />
U3<br />
Taraxerol<br />
beta-Amyrin<br />
alpha-Amyrin<br />
Lupeol<br />
Oleanolsäure<br />
Ursolsäure<br />
0<br />
Taraxerenon<br />
U3<br />
Taraxerol<br />
beta-Amyrin<br />
alpha-Amyrin<br />
Lupeol<br />
Oleanolsäure<br />
Ursolsäure<br />
0<br />
Taraxerenon<br />
U3<br />
Taraxerol<br />
beta-Amyrin<br />
alpha-Amyrin<br />
Lupeol<br />
Oleanolsäure<br />
Ursolsäure<br />
Abb. 5.4.7: Triterpenoidverteilung in <strong>der</strong> gewöhnlichen Moosbeere (Vaccinium oxycoccus).<br />
Da Lupeol, Ursolsäure, α-Amyrin und β-Amyrin in den unterschiedlichsten<br />
Hochmoorpflanzen vorkommen, kann ihnen nur ein sehr geringes paläochemotaxonomisches<br />
Potential zugeschrieben werden. Die hohen Gehalte an Lupeol weisen allerdings treffend auf<br />
die Verholzung <strong>der</strong> Wurzeln und Stängel dieser winterharten Pflanze hin. Lupeol ist auch ein<br />
typischer Sekundärstoff <strong>der</strong> Bruchwaldvegetation und geht auch in den von Köller (2002)<br />
eingeführten Bruchwaldtorfindikator (WPI, Wood-Peat-Indikator) ein. Auf den ersten Blick<br />
wäre dagegen Taraxerol zur Abgrenzung des pflanzlichen Eintrags innerhalb eines<br />
Hochmoortorfs geeignet, da <strong>der</strong> Gehalt in <strong>der</strong> Moosbeere gegenüber an<strong>der</strong>en Pflanzen dieser<br />
Vegetationsgemeinschaft signifikant erhöht ist. Um eine mögliche Biomarkerfunktion des<br />
Taraxerols zu überprüfen, wurden nach einer erneuten Probennahme im März einige bereits<br />
abgefallene, braune Blätter <strong>der</strong> Moosbeere aufgelesen und erneut analysiert.<br />
Erstaunlicherweise sind große Unterschiede in <strong>der</strong> Triterpenoidverteilung erkennbar<br />
(Abb. 5.4.8).<br />
2000<br />
1500<br />
1000<br />
500<br />
0<br />
Moosbeere (Vaccinium oxycoccus)<br />
braune Blätter (März)<br />
Taraxerenon<br />
U3<br />
Taraxerol<br />
beta-Amyrin<br />
alpha-Amyrin<br />
Lupeol<br />
Uvaol<br />
Oleanolsäure<br />
Ursolsäure<br />
Abb. 5.4.8: Triterpenoide in den<br />
Blättern <strong>der</strong> Moosbeere (Vaccinium<br />
oxycoccus).<br />
In den abgestorbenen Blättern ist kein<br />
Taraxerol mehr nachweisbar, dafür aber erstmals <strong>der</strong><br />
Triterpenoidalkohol Uvaol, <strong>der</strong> bisher ausschließlich<br />
in typischen Hochmoorpflanzen wie <strong>der</strong> ebenfalls zu<br />
den Ericaceen gehörenden Besenheide (Calluna<br />
vulgaris) und <strong>der</strong> Glockenheide (Erica tetralix)<br />
detektiert wurde. Der Triterpenoidalkohol Uvaol weist<br />
somit eine hohe chemotaxonomische Spezifität im<br />
Hinblick auf den Eintrag von Ericaceen in einem<br />
Hochmoortorf auf und eignet sich in beson<strong>der</strong>em<br />
Maße zur Abgrenzung gegenüber dem Eintrag<br />
114
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
weiterer Hochmoor- o<strong>der</strong> Bruchwaldvegetation. Ebenfalls ein Endprodukt des<br />
Sekundärstoffwechsels ist offenbar die Oleanolsäure, die in den noch grünen Blättern<br />
(November) nicht nachgewiesen werden konnte. Eine Umwandlung durch mikrobiell<br />
induzierte, frühdiagenetische Prozesse wäre eine weitere Erklärung für das unerwartete<br />
Vorkommen dieser Verbindung.<br />
In den Blättern des Wollgrases (Eriophorum vaginatum) sind außer dem<br />
unbekannten Triterpenoidalkohol U30 (101 µg/g TOC) keine weiteren Triterpenoide<br />
nachweisbar. Diese Verbindung wurde bereits von Behrens (1996) neben sehr geringen<br />
Mengen Taraxerol und Lupeol im Wollgras gefunden. In den Pflanzenstängeln sind<br />
Oleanolsäure (44 µg/g TOC) und <strong>der</strong> unbekannte Triterpenoidalkohol U14 (28 µg/g TOC) die<br />
einzigen Triterpenoide. Höhere Triterpenoid-Gehalte weisen dagegen die Wurzeln und <strong>der</strong><br />
separat aufgearbeitete Wurzelfilz auf (Abb. 5.4.9).<br />
Konzentration [µg/g TOC]<br />
50<br />
40<br />
30<br />
20<br />
10<br />
Wollgras (Eriophorum vaginatum)<br />
Stengel<br />
250<br />
200<br />
150<br />
100<br />
50<br />
Wollgras (Eriophorum vaginatum)<br />
Wurzeln<br />
1000<br />
800<br />
600<br />
400<br />
200<br />
Wollgras (Eriophorum vaginatum)<br />
Wurzelfilz<br />
0<br />
U30<br />
U14<br />
Betulin<br />
Oleanolsäure<br />
Betulinsäure<br />
Ursolsäure<br />
U49<br />
0<br />
U30<br />
U14<br />
Betulin<br />
Oleanolsäure<br />
Betulinsäure<br />
Ursolsäure<br />
U49<br />
0<br />
U30<br />
U14<br />
Betulin<br />
Oleanolsäure<br />
Betulinsäure<br />
Ursolsäure<br />
U49<br />
Abb. 5.4.9: Triterpenoidverteilung im Wollgras (Eriophorum vaginatum).<br />
Die Lipidfraktion <strong>der</strong> unterirdischen Pflanzenteile wird von dem unbekannten<br />
Triterpenoidalkohol U14 dominiert, <strong>der</strong> bereits in den Blättern <strong>der</strong> Besenheide, dem<br />
Wolfstrapp und dem Schlickgras nachgewiesen wurde. Aufgrund des Vorkommens in den<br />
unterschiedlichsten Vegetationsgemeinschaften ist bei dem unbekannten Triterpenoidalkohol<br />
U14 kein beson<strong>der</strong>es chemotaxonomisches Potential erkennbar. Die Wurzeln des Wollgrases<br />
enthalten außerdem hohe Gehalte an Betulin und Betulinsäure. Diese Triterpenoide sind als<br />
charakteristische Biomarker für Erlenbruchwäl<strong>der</strong> mit einer Dominanz <strong>der</strong> Birkengewächse<br />
(Betulaceae) bekannt, scheinen aber weniger spezifisch zu sein als bisher vermutet. Der<br />
außergewöhnlich hohe Gehalt <strong>der</strong> unbekannten Verbindung U14 im Wurzelfilz des<br />
Wollgrases deutet vielleicht auf eine beson<strong>der</strong>e Funktion dieser Verbindung hin. Aufgrund<br />
<strong>der</strong> deutlichen Anreicherung im Wurzelfilz und des höheren Erhaltungspotentials <strong>der</strong><br />
unterirdischen Pflanzenteile bei <strong>der</strong> Torfbildung sollte sich die Verbindung U14 auch in<br />
einem Torf mit signifikantem Eintrag von Wollgras sicher nachweisen lassen.<br />
115
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
In den Blättern <strong>der</strong> Rosmarienheide (Andromeda polifolia) dominieren vor allem<br />
Triterpenoidsäuren wie Ursolsäure, Oleanolsäure und ein weiteres ungesättigtes<br />
Ursolsäure<strong>der</strong>ivat (Abb. 5.4.10).<br />
Konzentration [µg/g TOC]<br />
Rosmarienheide (Andromeda polifolia)<br />
Blätter<br />
4000<br />
3000<br />
2000<br />
1000<br />
Rosmarienheide (Andromeda polifolia)<br />
Stengel und Wurzeln<br />
1400<br />
1200<br />
1000<br />
800<br />
600<br />
400<br />
200<br />
Rosmarienheide (Andromeda polifolia)<br />
zersetzte Blätter (März)<br />
100<br />
80<br />
60<br />
40<br />
20<br />
0<br />
u1<br />
U8<br />
Lupeol<br />
Oleanolsäure<br />
Ursolsäure<br />
U50<br />
U51<br />
unges. Ursols.<br />
0<br />
u1<br />
U8<br />
Lupeol<br />
Oleanolsäure<br />
Ursolsäure<br />
U50<br />
U51<br />
unges. Ursols.<br />
0<br />
u1<br />
U8<br />
Lupeol<br />
Oleanolsäure<br />
Ursolsäure<br />
U50<br />
U51<br />
unges. Ursols.<br />
Abb. 5.4.10: Verteilung <strong>der</strong> Triterpenoide in <strong>der</strong> Rosmarienheide (Andromeda polifolia).<br />
Zusätzlich sind noch zwei unbekannte Triterpenoidalkohole nachweisbar, die in keiner<br />
weiteren analysierten Pflanze vorkommen und deshalb evtl. einen pflanzenspezifischen<br />
Eintrag anzeigen könnten. Da die Verbindungen U50 und U51 aber nicht in den Wurzeln <strong>der</strong><br />
Rosmarienheide nachweisbar sind, ist aufgrund des niedrigeren Erhaltungspotentials <strong>der</strong><br />
Blätter nur ein eingeschränktes chemotaxonomisches Potential zu vermuten.<br />
Um das chemotaxonomische Potential dieser Verbindungen zu überprüfen, erfolgte<br />
eine erneute Probennahme und Analyse <strong>der</strong> Blätter. Dazu wurde bei <strong>der</strong> Probennahme<br />
abgestorbenes und bereits leicht zersetztes Blattmaterial aus <strong>der</strong> vergangenen<br />
Vegetationsperiode ausgesucht, um Hinweise auf die Stabilität <strong>der</strong> Triterpenoidverteilung zu<br />
erhalten. Sowohl U3, U50 und U51 als auch die ungesättigte Ursolsäure sind bereits wenige<br />
Monate nach dem Absterben <strong>der</strong> Blätter nicht mehr nachweisbar, stattdessen konnte erstmals<br />
Lupeol identifiziert werden. Der Triterpenoidgehalt in den abgestorbenen Blättern erreicht nur<br />
noch etwa 1,3% <strong>der</strong> im Herbst (in noch grünen Blättern) gemessenen Konzentration.<br />
Entwe<strong>der</strong> werden die Triterpenoide in <strong>der</strong> letzten Lebensphase <strong>der</strong> Blätter nochmals im<br />
Sekundärstoffwechsel <strong>der</strong> Pflanze umgesetzt o<strong>der</strong> es erfolgt ein außergewöhnlich schneller<br />
aerober Abbau <strong>der</strong> ansonsten eher stabilen Biomarker durch Mikroorganismen. Das erstmals<br />
in den abgeworfenen Blättern detektierte Lupeol kann durch eine frühdiagenetische<br />
Umwandlung <strong>der</strong> ursprünglichen Triterpenoide nicht erklärt werden. Vieles spricht dafür,<br />
dass es sich ebenfalls um ein Produkt des sich in <strong>der</strong> Endphase befindlichen<br />
Sekundärstoffwechsels handelt.<br />
In den Stängeln und Wurzeln <strong>der</strong> Rosmarienheide sind die Triterpenoidsäuren nur von<br />
116
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
untergeordneter Bedeutung. Oleanolsäure und die ungesättigte Ursolsäure sind in diesen<br />
Pflanzenteilen nicht enthalten. Stattdessen dominiert ein noch unbekanntes Triterpenoidketon<br />
(u1) das Verteilungsmuster. Aufgrund <strong>der</strong> hohen Konzentration und des hohen Erhaltungspotentials<br />
unterirdischer Pflanzenteile kann diese Verbindung möglicherweise als Biomarker<br />
für den Eintrag von Rosmarienheide (Andromeda polifolia) in einen Torf genutzt werden.<br />
● Vorkommen pentacyclischer Triterpenoide in Torfmoosen (Sphagnum sp.)<br />
Hochmoor-Torfmoose (Sphagnum sp.) sind sowohl aufgrund ihres quantitativen Anteils an<br />
<strong>der</strong> Pflanzendecke als auch als Substratproduzenten die Schlüsselarten leben<strong>der</strong> Hochmoore.<br />
Als wechselfeuchte (poikilohydre) Pflanzen können sie in ihren Hyalinzellen das 15-30fache<br />
ihres Trockengewichts an Wasser speichern und so auch lange Trockenperioden ohne<br />
Schäden überstehen (Eber, 2001). Dieser spezielle anatomische Aufbau <strong>der</strong> Pflanze, <strong>der</strong> auch<br />
nach dem Absterben in seiner Struktur erhalten bleibt, sorgt durch gespeicherte Staunässe für<br />
ein außergewöhnlich feuchtes Mikroklima im von Torfmoosen dominierten Hochmoor. Diese<br />
eher für ein Nie<strong>der</strong>moor typischen Bedingungen beeinflussen sowohl die Biosynthese <strong>der</strong><br />
pflanzlichen Primärprodukte (vergl. Abb. 5.3.12: Verteilung <strong>der</strong> n-Alkane) als auch die<br />
Biosynthese <strong>der</strong> pflanzlichen Sekundärstoffe.<br />
Bereits Ives et al. (1958) isolierten aus Torfmoosen (Sphagnum spec.) Taraxerol,<br />
Taraxeron und α-Amyrin. Baas et al. (2000) wiesen in neun verschiedenen Torfmoosarten<br />
Ursolsäure, β-Amyrin, α-Amyrin und Lupeol in unterschiedlicher Verteilung nach. Außerdem<br />
konnte in dieser Studie Lupenon in Sphagnum molle nachgewiesen werden. Zusätzlich zu den<br />
drei Triterpenoidalkoholen, die in mehreren Torfmoosen vorkommen, wurde in Sphagnum<br />
fallax, einem Torfmoos <strong>der</strong> Sektion Cuspidata, Taraxeron nachgewiesen.<br />
Zur Bestimmung des Lipidinventars <strong>der</strong> Torfmoose in Nordwestdeutschland wurde je<br />
ein Vertreter beson<strong>der</strong>s feuchter und beson<strong>der</strong>s trockener Standorte analysiert. Die<br />
Probennahme erfolgte in einem Erlenbruchwald, in dem beide Arten nebeneinan<strong>der</strong><br />
existierten. Das an die feuchteren Standorte angepasste Schlenkentorfmoos Sphagnum<br />
palustre enthält sowohl im oberen grünen Pflanzenteil als auch im unteren braunen<br />
Pflanzenteil neben geringen Mengen Betulin den unbekannten Triterpenoidalkohol U14 in<br />
annähernd gleicher Konzentration (Abb. 5.4.11). Des Weiteren ist im unteren Pflanzenteil <strong>der</strong><br />
in <strong>der</strong> Hochmoorvegetation häufig vertretene Triterpenoidalkohol U30 nachweisbar. Die von<br />
Baas et al. (2000) als indikativ für Torfmoos angesehene Ursolsäure konnte dagegen nicht<br />
nachgewiesen werden. Abweichend von <strong>der</strong> von Baas et al. (2000) nachgewiesenen<br />
Ursolsäure wies Köller (2002) in S. palustre neben dem unbekannten Triterpenoidalkohol<br />
U30 noch geringe Mengen Lupeol nach, das in dieser Studie ebenfalls nicht detektierbar war.<br />
117
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
300<br />
Torfmoos (Sphagnum palustre)<br />
grüner Pflanzenteil<br />
Torfmoos (Sphagnum palustre)<br />
brauner Pflanzenteil<br />
25<br />
Torfmoos (Sphagnum palustre)<br />
Baas et al. (2000)<br />
Konzentration [µg/g TOC]<br />
250<br />
200<br />
150<br />
100<br />
50<br />
300<br />
200<br />
100<br />
Konzentration [µg/g TG]<br />
20<br />
15<br />
10<br />
5<br />
Konzentration [µg/g TOC]<br />
0<br />
1000<br />
800<br />
600<br />
400<br />
200<br />
U5<br />
U14<br />
U30<br />
Betulin<br />
Torfmoos (Sphagnum magellanicum)<br />
grüner Pflanzenteil<br />
0<br />
3000<br />
2500<br />
2000<br />
1500<br />
1000<br />
500<br />
U5<br />
U14<br />
U30<br />
Betulin<br />
Torfmoos (Sphagnum magellanicum)<br />
brauner Pflanzenteil<br />
Konzentration [µg/g TG]<br />
0<br />
250<br />
200<br />
150<br />
100<br />
50<br />
alpha-Amyrin<br />
beta-Amyrin<br />
Lupeol<br />
Oleanolsäure<br />
Ursolsäure<br />
unges. Ursols.<br />
Torfmoos (Sphagnum magellanicum)<br />
Baas et al. (2000)<br />
0<br />
U5<br />
U14<br />
U30<br />
Betulin<br />
0<br />
U5<br />
U14<br />
U30<br />
Betulin<br />
0<br />
alpha-Amyrin<br />
beta-Amyrin<br />
Lupeol<br />
Oleanolsäure<br />
Ursolsäure<br />
unges. Ursols.<br />
Abb. 5.4.11: Verteilung <strong>der</strong> Triterpenoide in den Torfmoosen Sphagnum palustre und Sphagnum<br />
magellanicum.<br />
Die geringeren Gehalte an Triterpenoiden in S. palustre entsprechen den bereits<br />
veröffentlichten Ergebnissen (Baas et al., 2000; Köller, 2002).<br />
Das Bultentorfmoos Sphagnum magellanicum ist beson<strong>der</strong>s gut an die trockensten<br />
Standorte im Hochmoor angepasst. Im Vergleich zu S. palustre enthält es im oberen grünen<br />
Pflanzenteil etwa dreimal so hohe Triterpenoidgehalte, im unteren braunen Pflanzenteil ist <strong>der</strong><br />
Gehalt an Triterpenoiden sogar um den Faktor 10 höher.<br />
Dieses Ergebnis ist ein weiterer Hinweis darauf, dass anhand <strong>der</strong> Triterpenoidgehalte<br />
in den Pflanzen zwischen den unterschiedlichen Umweltbedingungen im Hochmoor selbst<br />
innerhalb einer botanischen Familie, hier <strong>der</strong> Torfmoose, eindeutig differenziert werden kann.<br />
Da ein allzu großer Unterschied in <strong>der</strong> Nährstoffversorgung direkt nebeneinan<strong>der</strong><br />
vergesellschafteter Torfmoose ausgeschlossen werden kann, scheinen die hydrologischen<br />
Standortbedingungen das Mikroklima und damit auch den Sekundärstoffwechsel <strong>der</strong> Pflanzen<br />
entscheidend zu prägen. Auch werden die Ergebnisse aus <strong>der</strong> Analyse des Sternstreifenmooses<br />
(Aulacomnium palustre) bestätigt, wonach es zu einer signifikanten Anreicherung <strong>der</strong><br />
Triterpenoide in den unteren, bereits abgestorbenen Pflanzenteilen kommt. Am Beispiel von<br />
S. palustre wird gezeigt, dass dies aber nur dann <strong>der</strong> Fall ist, wenn pentacyclische<br />
Triterpenoide insgesamt einen signifikanten Anteil an den pflanzlichen Lipiden haben. Auch<br />
in S. magellanicum dominieren die beiden unbekannten Triterpenoidalkohole U5 und U14.<br />
118
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
Betulin ist <strong>der</strong> einzige identifizierbare Triterpenoidalkohol und sein Vorkommen ist auf den<br />
grünen Pflanzenteil beschränkt. Wie bei S. palustre fanden Baas et al. (2000) ein völlig<br />
unterschiedliches Triterpenoidverteilungsmuster mit einer Dominanz von Ursolsäure, <strong>der</strong> sie<br />
eine wichtige Biomarkerfunktion für den Eintrag von Hochmoor-Torfmoosen in einen Torf<br />
o<strong>der</strong> ein Sediment zubilligen. Da Ursolsäure ebenso dominant in fast allen an<strong>der</strong>en<br />
Hochmoorpflanzen dieser Studie ist (vergl. Calluna vulgaris und Erica tetralix), kann diese<br />
Biomarkerfunktion für Torfmoose nicht allgemein bestätigt werden.<br />
Offenbar unterliegt die Anreicherung sekundärer Stoffwechselprodukte großen<br />
Schwankungen, die auch eine Folge <strong>der</strong> unterschiedlichen Umweltbedingungen am jeweiligen<br />
Standort (Mikrohabitate) und eines hier unberücksichtigten saisonalen Faktors sein können.<br />
So weisen die von Baas et al. (2000) analysierten Torfmoose einen gemeinsamen Pool an<br />
Triterpenoid-Verbindungen mit einer Dominanz <strong>der</strong> Ursolsäure auf, <strong>der</strong> sich aber von dem<br />
<strong>der</strong> in dieser Studie analysierten Spezies unterscheidet, die von dem unbekannten<br />
Triterpenoidalkohol U14 dominiert werden. Damit besitzt <strong>der</strong> unbekannte Triterpenoidalkohol<br />
U14 kein pflanzenspezifisches chemotaxonomisches Potential, wohl aber eine<br />
Funktion als Biomarker für die regionale Hochmoorvegetation und findet deshalb auch in<br />
dem von Köller (2002) eingeführten Hochmoortorfindikator (BPI) Verwendung (siehe 5.4.7).<br />
Ob und inwieweit die Anreicherung pentacyclischer Triterpenoide im Sekundärstoffwechsel<br />
<strong>der</strong> Torfmoose ausschließlich auf die hydrologischen Bedingungen (Wasserstress) o<strong>der</strong> auch<br />
auf kleinräumige Unterschiede in <strong>der</strong> Nährstoffversorgung zurückzuführen ist, kann anhand<br />
<strong>der</strong> vorliegenden Daten nicht abschließend bewertet werden.<br />
5.4.7 EVALUATION DER TRITERPENOIDPARAMETER BPI (BOG-PEAT-INDIKATOR) UND<br />
WPI (WOOD-PEAT-INDIKATOR)<br />
Die von Köller (2002) eingeführten Triterpenoidparameter BPI und WPI erlauben anhand<br />
eines prozentualen Verhältniswerts eine vereinfachte chemotaxonomische Charakterisierung<br />
von Torfen und torfhaltigen Wattsedimenten. Obwohl die Entwicklung dieser Parameter<br />
großenteils auf dem systematischen Vorkommen bestimmter Triterpenoide in geobotanisch<br />
gut charakterisierten Torfproben basiert, war <strong>der</strong> pflanzliche Ursprung vieler Verbindungen<br />
bisher unbekannt. Mit den nun vorliegenden Daten über das Vorkommen bestimmter<br />
Triterpenoide in torfbildenden Pflanzen können die abgeleiteten Parameter auf ihre Gültigkeit<br />
hin überprüft und durch Einbeziehung weiterer charakteristischer Verbindungen präzisiert<br />
werden. Von großer Bedeutung für die Biomarkerfunktion einer Verbindung ist dabei ihre<br />
Verteilung innerhalb <strong>der</strong> Pflanze, da das Erhaltungspotential in den oberirdischen<br />
119
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
Pflanzenteilen bei <strong>der</strong> Torfbildung wesentlich geringer ist als das <strong>der</strong> unterirdischen<br />
Pflanzenteile. Somit haben die Verteilungsmuster <strong>der</strong> pentacyclischen Triterpenoide in den<br />
Wurzeln <strong>der</strong> Pflanzen eine beson<strong>der</strong>e Bedeutung, auch wenn ihr absoluter Gehalt oftmals<br />
deutlich geringer ist als beispielsweise in den entsprechenden Pflanzenblättern.<br />
Der Hochmoortorfindikator (BPI) charakterisiert Torfe anhand <strong>der</strong> Relativgehalte<br />
von epi-Taraxerol und <strong>der</strong> unbekannten Triterpenoidalkohole U25 und U29, von Friedelin<br />
und <strong>der</strong> beiden unbekannten Triterpenoidketone u2 und u4 im Verhältnis zur Summe <strong>der</strong><br />
quantifizierten pentacyclischen Triterpenoide. Taraxerenon wurde nicht mit einbezogen, da<br />
dieses Keton z.B. in den Blättern <strong>der</strong> Erle nachgewiesen wurde (Köller, 2002) und auch in <strong>der</strong><br />
Rinde <strong>der</strong> Schwarzerle in signifikanten Mengen vorkommt (vergl. Abb. 5.4.3). Auf <strong>der</strong> Basis<br />
<strong>der</strong> Lipiddaten dieser Arbeit und unter Berücksichtigung eines erhöhten Erhaltungspotentials<br />
unterirdischer Pflanzenteile sind vor allem die Triterpenoidalkohole epi-Taraxerol, Uvaol und<br />
die unbekannte Verbindung U14 für die nordwestdeutsche Hochmoorvegetation<br />
charakteristisch. Des Weiteren erlauben die Triterpenoidketone Friedelin, Ursenon, die<br />
unbekannte Verbindung u4 und die Triterpenoidsäuren Ursolsäure und Oleanolsäure eine<br />
sichere Abgrenzung zu <strong>der</strong> ebenfalls triterpenoidreichen Bruchwaldvegetation.<br />
Der modifizierte Hochmoortorfindikator wird demnach wie folgt definiert:<br />
BPI [%] = ([epi-Taraxerol] + [Uvaol] + [U14] + [Friedelin] + [Ursenon] + [u4] + [Ursolsäure] + [Oleanolsäure]) *100<br />
∑ aller quantifizierten pentacyclischen Triterpenoidalkohole und - ketone<br />
Hohe Werte des BPI (>50%) zeigen Hochmoortorfe o<strong>der</strong> überwiegend hochmoorartige<br />
Torfreste in Wattsedimenten an, erhöhte Werte (20 - 50%) deuten auf eine hochmoorartige<br />
Übergangsmoorvegetation o<strong>der</strong> ein Trockenfallen des wachsenden Hochmoores hin. Die<br />
Grenzwerte sollten allerdings als Richtwerte verstanden werden, da gerade die<br />
Übergangsmoorvegetation einen fließenden Übergang zwischen Nie<strong>der</strong>- und Hochmoorvegetation<br />
darstellt. Durch Erosion und den Transport holozäner Küstentorfe im<br />
Untersuchungsgebiet ist neben <strong>der</strong> Verdünnung mit klastischem Material eine Vermischung<br />
verschiedenster Torfvarietäten zu erwarten, die zusätzlich die Interpretation <strong>der</strong> Daten auf <strong>der</strong><br />
Grundlage <strong>der</strong> Triterpenoidparameter erschweren kann.<br />
Der Bruchwaldtorfindikator (WPI) basiert nach Köller (2002) auf dem Vorkommen<br />
von Lupenon, Lupanon, Glutinon, Lupeol, Lupanol, Betulin und einem weiteren unbekannten<br />
Triterpenoidalkohol (U35) in holzreichen Torfen Nordwestdeutschlands. Die Analyse <strong>der</strong><br />
Ursprungsvegetation regionaler Bruchwäl<strong>der</strong> erlaubt auch hier eine Validierung und<br />
Präzisierung des Parameters anhand des Vorkommens und <strong>der</strong> Verteilungsmuster<br />
pentacyclischer Triterpenoide in den einzelnen Pflanzenteilen <strong>der</strong> Bruchwaldvegetation. Die<br />
120
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
in <strong>der</strong> Literatur beschriebene allgemeine Dominanz von Lupan<strong>der</strong>ivaten in den zu den<br />
Betulaceaen zählenden Moorbirke (Betula pubescens) und Schwarzerle (Alnus glutinosa)<br />
wird bestätigt (Hegnauer, 1962; Köller, 2002). Vor allem die Dominanz des<br />
Triterpenoidalkohols Betulin und seiner Derivate in Form <strong>der</strong> Betulinsäure und des<br />
Betulinaldehyds sind chemotaxonomisch eng mit den Birkengewächsen (Betulaceae)<br />
verknüpft und eignen sich als Biomarker für diese Vegetationsgemeinschaft. Die bereits von<br />
Hegnauer (1962) als charakteristische Terpenoide <strong>der</strong> Schwarzerle (Alnus glutinosa)<br />
bezeichneten Verbindungen epi-Glutinol und Glutinon wurden von Köller (2002)<br />
ausschließlich in den Blättern nachgewiesen. Auch in dieser Arbeit sind diese Verbindungen<br />
nicht in <strong>der</strong> untersuchten Rinde <strong>der</strong> Schwarzerle detektierbar. Da Glutinol und das<br />
entsprechende Keton in keiner weiteren analysierten Pflanzenspezies nachweisbar ist,<br />
besitzen beide Verbindungen offensichtlich dennoch ein chemotaxonomisch nutzbares<br />
Potential. Das Vorkommen dieser Triterpenoide in einem Torf deutet demnach nicht nur auf<br />
einen Eintrag von Schwarzerle hin, son<strong>der</strong>n darüber hinaus auch noch auf beson<strong>der</strong>s günstige<br />
Erhaltungsbedingungen während <strong>der</strong> Torfbildung, da Glutinol und Glutinon ausschließlich<br />
Bestandteil <strong>der</strong> leicht abbaubaren Blätter <strong>der</strong> Schwarzerle sind. Der Triterpenoidalkohol<br />
Lupanol und das entsprechende gesättigte Triterpenoidketon Lupanon wurden in keiner <strong>der</strong><br />
analysierten Pflanzen nachgewiesen. Sie finden aus diesem Grund keine Berücksichtigung im<br />
modifizierten Bruchwaldtorfindikator. Da diese Verbindungen ausschließlich in Torfen<br />
nachgewiesen wurden, die durch eine Großrestanalyse als Bruchwaldtorfe charakterisiert<br />
worden sind (Köller, 2002), scheint es sich um eine frühdiagenetische Umwandlung <strong>der</strong><br />
entsprechenden ungesättigten Triterpenoide Lupeol und Lupenon zu handeln, da diese in<br />
zahlreichen Pflanzen vorkommen.<br />
Der modifizierte Bruchwaldtorfindikator berechnet sich nach folgen<strong>der</strong> Gleichung:<br />
WPI [%] = ([Lupeol] + [Lupenon] + [Betulin] + [Betulinsäure] + [Betulinaldeyd] + [Glutinol] + [Glutinon]) *100<br />
∑ aller quantifizierten pentacyclischen Triterpenoidalkohole und - ketone<br />
Hohe Werte des WPI weisen auf einen hohen Holzanteil <strong>der</strong> untersuchten Torf- und<br />
Sedimentproben hin, niedrige Werte korrelieren entsprechend mit geringen bis nicht<br />
nachweisbaren Holzanteilen. Reine Bruchwaldtorfe werden durch einen sehr hohen WPI-<br />
Wert (>75%) charakterisiert. Rückschlüsse auf Bruchwäl<strong>der</strong> im engeren Sinn, d.h. hohe<br />
Dichte des Baumbestandes in einem Bruchwald, sind allerdings nicht möglich. Die punktuelle<br />
Beprobung eines Torfhorizonts kann auch Holzreste allein stehen<strong>der</strong> Bäume erfassen.<br />
121
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
Zusammenfassend gibt <strong>der</strong> WPI Aufschluss über den Holzanteil sowohl von Torfproben<br />
als auch Wattsedimenten und ermöglicht dadurch ergänzend zum BPI und zu den<br />
n-Alkanparametern weitergehende Hinweise auf den pflanzlichen Ursprung des organischen<br />
Materials.<br />
5.4.8 ZUSAMMENFASSENDER VERGLEICH UND SCHLUSSFOLGERUNGEN FÜR DAS<br />
CHEMOTAXONOMISCHE POTENTIAL DER IN DEN PFLANZEN NACHGEWIESENEN<br />
PENTACYCLISCHEN TRITERPENOIDE<br />
Bei den pentacyclischen Triterpenoiden handelt es sich um sekundäre Pflanzeninhaltsstoffe.<br />
Diese leiten sich von Endprodukten des Primärstoffwechsels ab, die durch zum Teil hoch<br />
spezialisierte Biosynthesewege zu den Produkten des Sekundärstoffwechsels umgewandelt<br />
werden. Die Komplexität eines Moleküls hängt von <strong>der</strong> Zahl <strong>der</strong> Stufen im<br />
Biosyntheseprozess ab. In kaum einer Organismengruppe sind <strong>der</strong>artige Reaktionen so<br />
vielgestaltig und folglich auch <strong>der</strong>en Endprodukte so vielfältig wie bei den Pflanzen. Ihre<br />
Produktion ist oftmals sehr energieaufwendig und in vielen Stoffklassen ist ein turn over<br />
nachweisbar. Sekundäre Stoffwechselprodukte sind in Pflanzen in unterschiedlichen<br />
Konzentrationen enthalten. Auch die Verteilung <strong>der</strong> pentacyclischen Triterpenoide innerhalb<br />
<strong>der</strong> Pflanze variiert stark (Abb. 5.4.13).<br />
Andromeda polifolia<br />
100<br />
Ursane [%]<br />
80<br />
20<br />
Sphagnum palustre (grüner Teil)<br />
90<br />
Sphagnum magellanicum (grüner Teil)<br />
10<br />
100<br />
Alnus glutinosa (Köller, 2002)<br />
0<br />
0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100<br />
Lupane [%]<br />
0<br />
10<br />
Aulacomnium palustre (grüner Teil)<br />
20<br />
80<br />
Lycopus europaeus<br />
Vaccinium oxycoccus<br />
30<br />
70<br />
40<br />
Cladium mariscus<br />
60<br />
Mentha aquatica<br />
50<br />
50<br />
Calluna vulgaris<br />
60<br />
Erica tetralix<br />
40<br />
70<br />
30<br />
Andromeda polifolia<br />
Aulacomnium patustre (brauner Teil)<br />
10<br />
90<br />
90<br />
Ursane [%]<br />
80<br />
70<br />
60<br />
Calluna vulgaris<br />
50<br />
50<br />
60<br />
Erica tetralix<br />
40<br />
Eriophorum vaginatum<br />
70<br />
30<br />
Vaccinium oxycoccus<br />
80<br />
20<br />
Alnus glutinosa (Rinde)<br />
90<br />
Thelypteris palustris<br />
10<br />
100<br />
Betula pubescens (Rinde)<br />
0<br />
0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100<br />
Lupane [%]<br />
20<br />
30<br />
40<br />
0<br />
100<br />
Sphagnum palustre (brauner Teil)<br />
Oleanane [%]<br />
Oleanane [%]<br />
Abb. 5.4.13: Triterpenoidverteilung in a) Blättern und b) Wurzeln bzw. Rinde torfbilden<strong>der</strong><br />
Pflanzen (Lupangruppe = Lupeol/-on, Lupanol/-on, Betulin/-säure, -aldehyd;<br />
Oleanangruppe = β-Amyrin, Oleanenon, δ-Amyrin, Germanicol, Oleanolsäure;<br />
Ursangruppe = α-Amyrin, Ursenon, Uvaol, Ursolsäure).<br />
122
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
Das Vorkommen vieler Substanzen ist organspezifisch wie zum Beispiel für blüteno<strong>der</strong><br />
fruchtspezifische Stoffe; an<strong>der</strong>e wie<strong>der</strong>um findet man in einzelnen Organen o<strong>der</strong><br />
Entwicklungsstufen in unterschiedlicher Konzentration (z.B. Unterschiede zwischen oberen<br />
und unteren, jungen und alten Blättern, im Holz, in <strong>der</strong> Rinde o<strong>der</strong> in Wurzeln). Eine<br />
Übersicht über die Verteilung einzelner Triterpenoide mit gleicher molekularer Grundstruktur<br />
in torfbildenden Pflanzen verdeutlicht die starke Diversifizierung <strong>der</strong> Verbindungen in den<br />
einzelnen Pflanzenteilen (Abb. 5.4.13). Für eine chemotaxonomische Bewertung einzelner<br />
Verbindungen kommt erschwerend hinzu, dass in einer Population Individuen einen<br />
bestimmten Sekundärstoff bilden und an<strong>der</strong>e wi<strong>der</strong> Erwarten nicht. Wir haben es hier also mit<br />
einem typisch polymorphen Merkmal zu tun. Neben diskontinuierlichen Unterschieden<br />
kommen auch graduelle vor, die auf Multigenwirkung o<strong>der</strong> eine komplexe Wechselwirkung<br />
zwischen Genom und Umwelteinflüssen hinweisen. Streng genommen kann man durch die<br />
Anwesenheit eines pflanzlichen Sekundärstoffs nicht direkt auf die Anwesenheit eines<br />
bestimmten Ursprungsorganismus schließen, son<strong>der</strong>n nur auf die Anwesenheit eines<br />
bestimmten metabolischen Biosynthesewegs (Volkman, 2005). Ferner gibt es zusätzlich noch<br />
populationsspezifische Muster, die mit geographischer Verbreitung o<strong>der</strong> ökologischen<br />
Ansprüchen zusammenfallen (Merkmale lokaler Populationen).<br />
Die Verbreitung pentacyclischer Triterpenoide und das Verteilungsmuster in<br />
torfbildenden Pflanzen Nordwestdeutschlands ermöglicht dennoch durch die Kopplung dieser<br />
sekundären Stoffwechselprodukte mit den Umweltfaktoren <strong>der</strong> beiden Extremstandorte<br />
Hochmoor und Nie<strong>der</strong>moor eine Differenzierung <strong>der</strong> Ursprungsorganismen. Mit Ausnahme<br />
von sehr geringen Gehalten an Taraxerol im Schilfrohr (Phragmites australis) und einem<br />
noch unbekannten Triterpenoidalkohol sind in keiner <strong>der</strong> bisher ausgewerteten<br />
Pflanzenproben, die eindeutig <strong>der</strong> Nie<strong>der</strong>moor-Vegetation zuzuordnen sind, pentacyclische<br />
Triterpenoide in quantifizierbarer Menge nachgewiesen worden. So enthalten die Blätter,<br />
Stängel und Wurzeln/Rhizome von Typha latifolia, Juncus effusus, Carex rostrata und<br />
Molinia caerulea überhaupt keine Triterpenoidalkohole und -ketone in nachweisbarer Menge.<br />
Im Gegensatz dazu enthalten alle bisher untersuchten Pflanzen, die <strong>der</strong><br />
Hochmoorvegetation zugeordnet werden können, hohe bis sehr hohe Gehalte an<br />
pentacyclischen Triterpenoiden. Beson<strong>der</strong>s hohe Gehalte wurden in den Blättern <strong>der</strong><br />
Glockenheide (Erica tetralix) gefunden (Abb. 5.4.6). Die Summe aller quantifizierbaren<br />
Triterpenoide beträgt mit 212,8 mg/g TOC über 20% <strong>der</strong> pflanzlichen Biomasse.<br />
Es scheint, dass die Biosynthese <strong>der</strong> Triterpenoide zeitlich spät im Vegetationszyklus<br />
stattfindet o<strong>der</strong> die Biosynthese pentacyclischer Triterpenoide als Schutzsubstanz in den<br />
123
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
Cuticularwachsen erst durch den stärkeren Kontakt des unteren Pflanzenteils mit Staunässe<br />
im weiter aufwachsenden Hochmoor induziert wird. Dieses überraschende Ergebnis wird<br />
durch die getrennte Analyse frischer und älterer Pflanzenteile an weiteren Torfmoosen<br />
bestätigt. Die getrennte Analyse einzelner Pflanzenteile gibt somit Hinweise auf den Ort <strong>der</strong><br />
Biosynthese und auf die Funktion einzelner Pflanzenlipide.<br />
Die Triterpenoidverteilung in den untersuchten Torfmoosen (Sphagnum spec.)<br />
unterstützt die Vermutung, dass eine Anreicherung dieser Verbindungen im<br />
Sekundärstoffwechsel <strong>der</strong> Pflanze von den jeweiligen hydrologischen Standortverhältnissen<br />
beeinflusst wird. Somit haben die Umweltbedingungen am Standort <strong>der</strong> Pflanze einen großen<br />
Einfluss auf die Biosynthese und Anreicherung pflanzlicher Sekundärstoffe. Dies wurde<br />
bereits deutlich durch das ungewöhnliche Auftreten von Lupeol in den Blättern des<br />
Schilfrohrs (Phragmites australis) aus <strong>der</strong> Süd-Türkei.<br />
Pentacyclische Triterpenoide sind in ihrer Funktion nicht pflanzenspezifisch, son<strong>der</strong>n<br />
ein Produkt des Sekundärstoffwechsels, <strong>der</strong> durch komplexe Wechselwirkung zwischen<br />
Genom und Umwelteinflüssen individuell und oft direkt auf die jeweiligen<br />
Umweltbedingungen am Standort <strong>der</strong> Pflanze reagieren kann. Durch Variation des<br />
Vorkommens und <strong>der</strong> Konzentration innerhalb <strong>der</strong> einzelnen Pflanzenteile werden spezielle<br />
Wirkungs-, Funktions- und Schutzmechanismen übernommen.<br />
Eine stärker vom Standort <strong>der</strong> Pflanze beeinflusste Variation im<br />
Triterpenoidverteilungsmuster muss demnach in Betracht gezogen werden, wie z.B. die<br />
unterschiedlichen Ergebnisse <strong>der</strong> Analysen <strong>der</strong> Torfmoose (Sphagnum spec.) zeigen. Als<br />
weiteres Beispiel ist die Verteilung <strong>der</strong> Triterpenoide im Sumpffarn (Thelypteris palustris) zu<br />
nennen. Die analysierten Pflanzen, die aus dem Unterholz eines Birkenbruchwaldes stammen,<br />
enthalten typische Triterpenoide <strong>der</strong> Bruchwaldvegetation und auch in sehr ähnlicher<br />
Verteilung wie die den Bestand umgebende Baumvegetation aus Birken (Betula spec.). Wie<br />
die Analyse von abgestorbenen Pflanzenblättern des Sumpffarns belegt, gibt es auch eine<br />
hohe Variabilität in den Verteilungsmustern <strong>der</strong> Triterpenoide während <strong>der</strong> ersten mikrobiell<br />
induzierten Abbauprozesse, die, da sie bei den Pflanzenblättern in <strong>der</strong> Regel aerob ablaufen,<br />
bis zu einem Totalverlust an Triterpenoiden führen können (vergl. zersetzte Blätter des<br />
Sumpffarns).<br />
Die unerwartet hohen Triterpenoidgehalte im Ufer-Wolfstrapp (Lycopus europaeus),<br />
in <strong>der</strong> Wasserminze (Mentha aquatica) und in <strong>der</strong> Sumpfscheide (Cladium mariscus)<br />
erfor<strong>der</strong>n unter dem Gesichtspunkt einer stark von biotischen und abiotischen Umweltfaktoren<br />
beeinflussten Biosynthese <strong>der</strong> pentacyclischen Triterpenoide eine erneute Analyse<br />
124
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
dieser Pflanzen. Dabei ist darauf zu achten, dass das Probenmaterial aus einer anthropogen<br />
unbeeinflussten natürlichen Vegetationsgemeinschaft entnommen wird und keiner<br />
Nachzüchtung.<br />
Mit dem Nachweis des unbekannten Triterpenoidketons u4 in <strong>der</strong> Besenheide<br />
(Calluna vulgaris) ist erstmals eine chemotaxonomische Verknüpfung dieser Verbindung<br />
zwischen einer Pflanze und entstehenden Torfablagerungen möglich. Aufgrund des selektiven<br />
Vorkommens in <strong>der</strong> Besenheide eignet sich die Verbindung u4 auch als<br />
vegetationsspezifischer Biomarker für den Eintrag von Besenheide. epi-Taraxerol wurde in<br />
dieser Studie ebenfalls nur in den Wurzeln <strong>der</strong> Besenheide (Calluna vulgaris) nachgewiesen<br />
und ist demnach nicht nur indikativ für den Eintrag von Hochmoorvegetation allgemein,<br />
son<strong>der</strong>n nach jetzigem Stand des Wissens auch ein weiterer Biomarker für den Eintrag von<br />
Besenheide in einen Hochmoortorf. Die Tabelle 5.4.1 fasst die pentacyclischen Triterpenoide<br />
mit hohem chemotaxonomischem Potential noch einmal zusammen.<br />
Tab. 5.4.2: Biomarker mit hohem chemotaxonomischen Potential.<br />
Biomarker Pflanzliches Vorkommen Material<br />
epi-Glutinol Alnus glutinosa Blätter<br />
Glutinon Alnus glutinosa Blätter<br />
Betulin Betula pubescens Blätter, Rinde<br />
Betulinaldeyd Betula pubescens Blätter, Rinde<br />
Betulinsäure Betula pubescens Blätter, Rinde<br />
Uvaol Ericaceaen (Calluna vulg.; Vacc.oxycoccus) Wurzeln<br />
u1 Andromeda polifolia Wurzeln<br />
u4 Calluna vulgaris Wurzeln<br />
epi-Taraxerol Calluna vulgaris Wurzeln<br />
Die Vegetationsgemeinschaften <strong>der</strong> Hochmoore lassen sich somit durch den gemeinsamen<br />
Pool charakteristischer Triterpenoide sowohl von <strong>der</strong> Nie<strong>der</strong>moorvegetation als auch von <strong>der</strong><br />
Bruchwaldvegetation eindeutig abgrenzen. Neben unterschiedlichen hydrologischen<br />
Bedingungen ist in diesem Fall beson<strong>der</strong>s die Nährstoffarmut in den Hochmooren<br />
verantwortlich, die zur Ausbildung so genannter „Hungerformen“ (Xeromorphie) führt. Diese<br />
Bauverän<strong>der</strong>ungen <strong>der</strong> Blätter (Peinomorphose; peina = griechisch Hunger) und eine<br />
gleichzeitig zunehmende Verholzung oberirdischer Pflanzenteile hat offenbar die Biosynthese<br />
chemotaxonomisch verwertbarer Triterpenoidverteilungsmuster zur Folge.<br />
125
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
Durch die starken Schwankungen <strong>der</strong> Triterpenoidverteilung innerhalb einzelner<br />
Pflanzenteile ist das spezifische Erhaltungspotential bei <strong>der</strong> Torfbildung von großer<br />
Bedeutung. Ob und inwieweit Lipidverteilungsmuster einzelner Pflanzenteile in einem Torf<br />
erhalten bleiben, hängt von vielen unterschiedlichen Faktoren ab wie z.B. dem Grad <strong>der</strong><br />
mikrobiellen Überarbeitung <strong>der</strong> oberirdischen (Blätter und Stängel) und unterirdischen<br />
(Wurzeln und Rhizome) Pflanzenteile. Eine Schlüsselrolle für den Grad des Abbaus spielt die<br />
Sauerstoffversorgung zum Zeitpunkt <strong>der</strong> Einlagerung des abgestorbenen pflanzlichen<br />
Materials in den aufwachsenden Torf. Letztendlich wird ein Mischsignal oberirdischer und<br />
unterirdischer Pflanzenlipide bei <strong>der</strong> Torfablagerung erhalten bleiben, wobei das<br />
chemotaxonomische Erhaltungspotential einzelner Lipide entscheidend von den individuellen<br />
Umweltbedingungen am Standort beeinflusst wird. Aus Mangel an Vergleichsdaten kann dies<br />
nur durch den direkten Vergleich <strong>der</strong> Pflanzenlipide mit <strong>der</strong> gebildeten Ablagerung (Torf,<br />
Mudde o<strong>der</strong> Sediment) geschehen. Die Analyse sekundärer Pflanzenstoffe in Torf und<br />
Sedimentablagerungen eignet sich daher auch, um eine paläogeographische Verbreitung von<br />
Pflanzenarten sowie den Diversifizierungsprozess in den Küstentorfen und Wattsedimenten<br />
nachzuvollziehen.<br />
5.5 TORFAKKUMULATION UND ZERSETZUNG: BEDEUTUNG DER<br />
TORFEIGENSCHAFTEN<br />
Torf kann sich nur dort bilden, wo die Primärproduktion größer ist als die Zersetzung.<br />
Akkumulationsraten und Umsetzungsprozesse unterscheiden sich bei den Torfen<br />
unterschiedlicher Genese und Zusammensetzung. Die Eigenschaften des pflanzlichen<br />
Ausgangsmaterials für die Torfbildung sind hierfür entscheiden<strong>der</strong> als Standortfaktoren,<br />
welche die Zersetzung regulieren (Dierßen, 2001). Die Akkumulation organischen Materials<br />
erfolgt hauptsächlich an <strong>der</strong> Mooroberfläche – soweit Moose betroffen sind – sowie im<br />
Hauptwurzelhorizont bei Gefäßpflanzen. Die Zersetzung erfolgt im gesamten Torfprofil, aber<br />
im oberen Torfbildungshorizont (Akrotelm) im Grundwasserschwankungsbereich erheblich<br />
rascher als in grundwassergesättigten, tieferen Torfschichten (Katotelm). Ein langsamer<br />
Abbau kann durch den Mangel an mineralischen Nährstoffen bedingt sein, aber auch, wenn<br />
leicht verfügbare Energiequellen für die Destruenten fehlen. Schließlich können die Pflanzen<br />
selbst artspezifische Zerfallshemmstoffe o<strong>der</strong> zersetzungsresistente Verbindungen bilden, z.B.<br />
extrazellulär wirksame Enzyme mit polyphenolischen Komponenten o<strong>der</strong> in den Zellwänden<br />
lokalisierte Polyuronsäuren (Wetzel, 1991). Nie<strong>der</strong>moortorfe nährstoffreicher Standorte<br />
126
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
werden rascher zersetzt als solche nährstoffarmer Standorte. Diese wie<strong>der</strong>um werden stärker<br />
und schneller umgesetzt als Hochmoortorfe. Die Prozesse sind positiv rückgekoppelt mit <strong>der</strong><br />
Nährstoffversorgung <strong>der</strong> torfbildenden Gefäßpflanzen und Kryptogamen.<br />
In nährstoffreichen, von Gräsern und Kräutern beherrschten Nie<strong>der</strong>mooren geht<br />
vornehmlich die abgestorbene unterirdische Phytomasse in die Torfbildung ein, weil in erster<br />
Linie die anoxischen Bedingungen im Wurzelhorizont den Abbau <strong>der</strong> organischen Substanz<br />
einschränken. Oberirdische Teile von Stängeln und Blättern mit Ausnahme von Früchten und<br />
Samen fehlen weitgehend. Im nährstoffärmeren Milieu ist die oberirdische Phytomasse<br />
eiweißärmer, wodurch sich auch ihr Abbau verzögert. Dadurch steigt zugleich ihr Anteil am<br />
Aufbau <strong>der</strong> Torfe. Torfmoose setzen dem mikrobiellen Abbau einen beson<strong>der</strong>s hohen<br />
Wi<strong>der</strong>stand entgegen, und zwar bereits im Akrotelm. An Standorten mit bewegtem<br />
Mikrorelief entscheidet zudem die Mächtigkeit des Akrotelm über die Zeitdauer und das<br />
Ausmaß <strong>der</strong> Zersetzungsprozesse und Nährstoffmineralisation. Allerdings wird das<br />
organische Material, das in mäßig nassen Bulten abgelagert wird, meist langsamer und<br />
unvollständiger zersetzt als diejenigen Torfe, die aus den Schlenken hervorgehen. Dies liegt<br />
in erster Linie daran, dass die verschiedenen Sphagnum-Arten gegenüber dem Angriff <strong>der</strong><br />
Destruenten unterschiedlich resistent sind (Johnson & Damman, 1993).<br />
Die wirkliche Kohlenstoff-Akkumulationsrate unter Berücksichtigung <strong>der</strong><br />
Kohlenstoffverluste im Katotelm schwankt bei Hochmooren zwischen 9 und 27 g m -2 a -1 , bei<br />
Nie<strong>der</strong>mooren zwischen 5 und 17 g m -2 a -1 (Cylmo et al., 1998).<br />
127
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
6. GEOCHEMISCHE UNTERSUCHUNGEN AN TORF- UND<br />
SEDIMENTABLAGERUNGEN IM SPIEKEROOGER<br />
RÜCKSEITENWATT<br />
Die Rekonstruktion <strong>der</strong> Paläoumweltbedingungen für einen geologischen Ablagerungsraum<br />
wird umso sicherer, je mehr komplementäre, aber von einan<strong>der</strong> unabhängige Messmethoden<br />
zum Einsatz kommen. In dieser Arbeit werden die bereits zahlreichen Untersuchungen zur<br />
nacheiszeitlichen Entwicklung des Rückseitenwatts <strong>der</strong> Insel Spiekeroog durch weitere<br />
organisch-geochemische Untersuchungen ergänzt, um detaillierte Informationen über die<br />
Zusammensetzung holozäner Küstentorfe und <strong>der</strong>en Verbreitung im Untersuchungsgebiet zu<br />
erhalten.<br />
Durch Erosion an den Prielrän<strong>der</strong>n, aber auch durch flächenhafte Erosion<br />
oberflächennaher Torflagen kommt es zur Umlagerung und Umverteilung des organischen<br />
Materials in die Wattsedimente, wodurch <strong>der</strong> Gehalt an organischem Kohlenstoff z.T.<br />
erheblich beeinflusst wird (Abb. 6.1).<br />
a) b) c)<br />
Abb. 6.1: (a) Torferosion und Transport in den Entwässerungsprielen des Spiekerooger<br />
Rückseitenwatts, (b) Besiedelung und weitere Zerkleinerung <strong>der</strong> Küstentorfe durch<br />
Bohrmuscheln (hauptsächlich Petricola pholadiformis, G. Liebezeit, pers. Mitt.) und<br />
(c) Einlagerung erodierter Torfe in die Wattsedimente.<br />
6.1 CHEMOTAXONOMISCHE CHARAKTERISIERUNG HOLOZÄNER<br />
SEDIMENTABLAGERUNGEN UND KORRELATION MIT DEN BEFUNDEN<br />
DER MAKROFOSSILANALYSE<br />
Nachfolgend werden die Ergebnisse <strong>der</strong> geochemischen Analyse für die einzelnen Proben aus<br />
den Bohrkernen Ostbense (OB1-3) dargestellt und im Zusammenhang mit den Ergebnissen<br />
<strong>der</strong> parallel an einigen Proben durchgeführten botanischen Großrestanalyse diskutiert. Dabei<br />
steht die Korrelation <strong>der</strong> Ergebnisse im Mittelpunkt <strong>der</strong> Diskussion, denn durch eine<br />
128
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
erfolgreiche Evaluation geochemischer Signaturen auf molekularer Ebene und daraus<br />
abgeleiteter Parameter ist mit <strong>der</strong> geochemischen Analyse eine weitere Methode zur<br />
Untersuchung von Zusammensetzung und Genese von Wattsedimenten auf einer erweiterten<br />
Datenbasis komplementär zu paläobotanischen Methoden anwendbar.<br />
Zusätzlich zu den Sedimentprofilen aus den Bohrungen im Rückseitenwatt nahe <strong>der</strong><br />
Ortschaft Ostbense stehen eine weitere Torfprobe aus Baltrum (BT1), eine Torfprobe aus<br />
einer oberflächennahen Torfplatte des Benser Watts (Basistorf) und ein Seggentorf aus <strong>der</strong><br />
Türkei zur Korrelation mit den Ergebnissen einer parallel durchgeführten botanischen<br />
Großrestanalyse zur Verfügung.<br />
6.1.1 BOHRUNG OSTBENSE 1 (OB1 0-71 cm)<br />
0<br />
OB 1 (0-71cm)<br />
70 cm<br />
14 C-Alter<br />
3050 ± 35 BP<br />
}<br />
2990 ± 40 BP<br />
}<br />
2990 ± 40 BP<br />
TOC = 18,6%<br />
TOC<br />
= 33,8%<br />
C/N = 20<br />
δ 13 C = -26,81‰<br />
}<br />
δ 13 C = -27,34‰<br />
C/N = 20<br />
δ 13 C = -27,34‰<br />
TOC = 1,0%<br />
C/N = 10<br />
δ 13 C = -20,09‰<br />
35<br />
30<br />
25<br />
20<br />
15<br />
10<br />
5<br />
OB1 (0-8cm)<br />
0<br />
17 19 21 23 25 27 29 31 33 35 37<br />
40<br />
35<br />
30<br />
25<br />
20<br />
15<br />
10<br />
5<br />
OB1 (16-40cm)<br />
0<br />
17 19 21 23 25 27 29 31 33 35 37<br />
60<br />
50<br />
40<br />
30<br />
20<br />
10<br />
ACL 27-33 = 29,5 ACL 27-33 = 29,5 ACL 27-33 = 29,6<br />
PPI = 9,0%<br />
PPI = 8,9% PPI = 9,0%<br />
n-Alkane<br />
OB1 (40-55cm)<br />
0<br />
17 19 21 23 25 27 29 31 33 35 37<br />
Anzahl <strong>der</strong> C-Atome<br />
AVI = 1,3<br />
AVI = 1,9 AVI = 1,7<br />
µg/g [TOC]<br />
µg/g [TOC]<br />
14<br />
12<br />
10<br />
8<br />
6<br />
4<br />
2<br />
epi-Taraxerol<br />
Taraxerenon<br />
u2<br />
Lupenon<br />
Taraxerol<br />
Glutinol<br />
0<br />
40<br />
30<br />
20<br />
epi-Taraxerol<br />
Taraxerenon<br />
u2<br />
Lupenon<br />
Taraxerol<br />
Glutinol<br />
alpha-Amyrin<br />
Lupeol<br />
U25<br />
Friedelin<br />
U29<br />
u4<br />
Betulin<br />
Oleanolsäure<br />
10<br />
0<br />
Triterpenoide<br />
OB1 (0-8cm)<br />
U29<br />
u4<br />
alpha-Amyrin<br />
Lupeol<br />
U25<br />
Friedelin<br />
OB1 (40-55cm)<br />
Betulin<br />
Oleanolsäure<br />
Ursolsäure<br />
keine Triterpenoide<br />
Abb. 6.1.1: Verteilungsmuster <strong>der</strong> n-Alkane und Triterpenoide im Sedimentkern Ostbense 1<br />
(OB1 0-71 cm) und daraus abgeleitete Parameter.<br />
Ursolsäure<br />
Der Bohrkern Ostbense 1 (OB1 0-71 cm) zeigt in seiner stratigraphischen Entwicklung an <strong>der</strong><br />
Wattoberfläche eine durch klastisches Material verdünnte Nie<strong>der</strong>moortorfablagerung, die<br />
durch botanische Großrestanalyse als stark zersetzter Schilftorf charakterisiert ist (Abb.<br />
6.1.1). Das relativ „enge“ C/N-Verhältnis von 20 in <strong>der</strong> Probe OB1 (0-8 cm) deutet ebenfalls<br />
129
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
auf eine Torfbildung unter guter Nährstoffversorgung hin, wie sie für Nie<strong>der</strong>moore typisch<br />
ist. Das Verteilungsmuster <strong>der</strong> n-Alkane dieses Sedimentabschnitts entspricht dem <strong>der</strong><br />
analysierten Schilfrhizome (vergl. Abb. 5.3.3) mit <strong>der</strong> für Schilftorfe charakteristischen<br />
Anreicherung des n-Tetracosans (n-C 24 ). Dies wird auch durch den Schilftorfindikator (PPI =<br />
9,0%) bestätigt, wobei PPI-Werte >5% einen signifikanten Schilfanteil und ein PPI >10%<br />
sehr reinen Schilftorfen zugeordnet werden können (Köller, 2002). Die Dominanz <strong>der</strong><br />
Schilfrhizome überdeckt dabei das n-Alkanverteilungsmuster <strong>der</strong> in <strong>der</strong> botanischen<br />
Großrestanalyse identifizierten Begleitvegetation vollständig (vergl. Tab. 3.3). Lediglich <strong>der</strong><br />
etwas erhöhte Anteil des Hentriacontans (n-C 31 ) kann auf einen Beitrag geringer Mengen<br />
Laubmoose (Bryum spec. und Didymodon fallax) und Torfmoos <strong>der</strong> Sektion Acutifolia<br />
(Sphagnum fuscum) zurückgeführt werden. Die im Vergleich zu Schilfrhizomen und an<strong>der</strong>en<br />
reinen Schilftorfen geringere Bevorzugung <strong>der</strong> n-C 27 - und n-C 29 -Homologen spiegelt sich<br />
auch treffend in einem für Nie<strong>der</strong>moortorfe relativ niedrigen n-Alkan-Vegetations-Indikator<br />
(AVI = 1,3) wi<strong>der</strong>. Als einziges Triterpenoid <strong>der</strong> oberen Sedimentschicht scheint das in<br />
geringen Mengen detektierte Friedelin ebenfalls aus <strong>der</strong> Begleitvegetation zu stammen. Ein<br />
direkter chemotaxonomischer Bezug in ist diesem Fall nicht möglich, da die Lipidzusammensetzung<br />
<strong>der</strong> entsprechenden Laubmoose bisher nicht untersucht worden ist.<br />
Die sich im Teufenabschnitt von 16-40 cm anschließende Torfschicht (OB1 16-40<br />
cm) ist visuell als reiner Schilftorf anzusprechen und zeigt ein identisches n-Alkanverteilungsmuster<br />
mit einem ebenfalls signifikant erhöhten PPI-Wert von 9%. Die kompakte<br />
Torfablagerung enthält keine pentacyclischen Triterpenoide, was für eine stabile und<br />
artenarme Nie<strong>der</strong>moorvegetation während <strong>der</strong> <strong>der</strong> gesamten Phase <strong>der</strong> Torfbildung in diesem<br />
Teufenabschnitt spricht. Diese absolute Dominanz des Schilfröhrichts (Phragmites australis),<br />
die zu einem fast einartigen Vegetationskomplex führen kann, ist ein beson<strong>der</strong>es Merkmal<br />
dieser außergewöhnlich konkurrenzfähigen Spezies. Ein charakteristisches n-Alkanverteilungsmuster<br />
mit hohen PPI-Werten (>5%) bei weitgehen<strong>der</strong> Abwesenheit<br />
pentacyclischer Triterpenoide erlaubt daher die chemotaxonomische Charakterisierung von<br />
Schilftorfen mit hoher Sicherheit.<br />
Die Basis des Sedimentkerns OB1 (40-70 cm) besteht hauptsächlich aus<br />
kohlenstoffarmem Wattsediment (TOC = 1%), in das vereinzelt Pflanzenreste<br />
eingeschwemmt worden sind. Als botanisch charakterisierbare Großreste sind vor allem<br />
Schilfrhizome und wenige, nicht weiter bestimmbare Holzreste, Quellkrautsamen (Montia<br />
fontana) und Laubmoosreste identifiziert worden. Das n-Alkanverteilungsmuster und <strong>der</strong><br />
daraus abgeleitete PPI-Wert von 8,9% zeigen deutlich das Lipidsignal <strong>der</strong> dominierenden<br />
130
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
Schilfrhizome an. Die in dieser Sedimentschicht detektierten Triterpenoidalkohole Betulin<br />
und Taraxerol machen einen Lipideintrag aus den botanisch unbestimmbaren Holzresten<br />
wahrscheinlich. Dabei gilt Betulin als beson<strong>der</strong>s guter Indikator für die regional weit<br />
verbreiteten Birkengewächse (Betulaceae), wurde aber in dieser Studie auch in geringer<br />
Konzentration als Inhaltstoff <strong>der</strong> Wurzeln des Wollgrases (Eriophorum vaginatum) und in<br />
den Torfmoosen Sphagnum palustre und Sphagnum magellanicum identifiziert. Der<br />
Triterpenoidalkohol Taraxerol ist als Sekundärstoffwechselprodukt in zahlreichen Pflanzen<br />
identifiziert worden und in dieser Studie, wenn auch in sehr geringer Konzentration, als<br />
Bestandteil <strong>der</strong> Schilfpflanze (Phragmites australis, vergl. Abb. 5.3.2). Ein Ursprung dieser<br />
Verbindung aus <strong>der</strong> pflanzlichen Hauptkomponente dieser Ablagerung ist demnach am<br />
wahrscheinlichsten.<br />
Ein über das gesamte Teufenprofil wenig verän<strong>der</strong>liches Verhältnis <strong>der</strong> stabilen<br />
Kohlenstoffisotope zeigt mit δ 13 C-Werten von -26,81‰ bis -27,34‰ nur geringe<br />
Schwankungen und damit eindeutig die Dominanz des terrestrischen organischen Materials<br />
an. Auch in den kohlenstoffärmeren Sedimentschichten ist <strong>der</strong> Ursprung des organischen<br />
Materials eindeutig auf die Einlagerung erodierter Torfe o<strong>der</strong> die Einschwemmung<br />
terrestrischer Vegetationsreste beschränkt.<br />
6.1.2 BOHRUNG OSTBENSE 2 (0-71 cm)<br />
Die Bohrung Ostbense 2 enthält in <strong>der</strong> oberen Sedimentschicht (OB2, 0-8 cm) keine visuell<br />
erkennbaren Pflanzen- o<strong>der</strong> Torfreste (Abb. 6.1.2). Eine botanische Großrestanalyse wurde<br />
aus diesem Grund nicht durchgeführt. Dennoch zeigt <strong>der</strong> TOC-Gehalt von 5,7% bereits einen<br />
zusätzlichen Eintrag von organischem Material an, welches anhand des δ 13 C-Werts von<br />
-27,41‰ eindeutig einem terrestrischen Ursprung zugeordnet werden kann. Ein niedriges<br />
C/N-Verhältnis (C/N = 20) und das n-Alkanverteilungsmuster mit einem unimodalen<br />
Maximum beim n-Nonacosan (n-C 29 ) entspricht dem typischer Nie<strong>der</strong>moorvegetation (AVI =<br />
2,5). Der Schilftorfindikator (PPI = 5,5%) deutet zwar auf einen signifikanten Anteil von<br />
Schilf am eingetragenen organischem Material hin, ist aber zugleich deutlich niedriger als in<br />
reinen Schilftorfen. Dies macht den Eintrag weiterer Pflanzen <strong>der</strong> Nie<strong>der</strong>moor- o<strong>der</strong><br />
Bruchwaldvegetation wahrscheinlich. Diese Vermutung wird auch durch die Anwesenheit<br />
geringer Mengen pentacyclischer Triterpenoide gestützt, die sich vor allem aus Verbindungen<br />
typischer Bruchwaldvegetation (Betulaceen) zusammensetzt.<br />
131
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
0<br />
OB 2 (0-71cm)<br />
14 C-Alter<br />
}<br />
TOC = 5,7%<br />
TOC = 5,7%<br />
C/N = 20<br />
δ 13 C = -27,41‰<br />
40<br />
30<br />
20<br />
10<br />
ACL 27-33 = 29,0<br />
PPI = 5,5%<br />
n-Alkane<br />
OB2 (0-8 cm)<br />
AVI = 2,5<br />
2,0<br />
1,5<br />
1,0<br />
0,5<br />
Triterpenoide<br />
BPI = 5,4%<br />
OB2 (0-8 cm)<br />
WPI = 51,8%<br />
2370± 25 BP<br />
}<br />
TOC = 2,8%<br />
TOC = 2,8%<br />
C/N = 25<br />
δ 13 C = -26,96‰<br />
0<br />
17 19 21 23 25 27 29 31 33 35 37<br />
30<br />
25<br />
20<br />
15<br />
10<br />
ACL 27-33 = 29,9<br />
PPI = 18,9%<br />
OB2 (9-26 cm)<br />
AVI = 1,1<br />
epi-Taraxerol<br />
Taraxerenon<br />
u2<br />
Lupenon<br />
Taraxerol<br />
Glutinol<br />
alpha-Amyrin<br />
Lupeol<br />
U25<br />
Friedelin<br />
U29<br />
u4<br />
Betulin<br />
0,0<br />
Oleanolsäure<br />
Ursolsäure<br />
keine Triterpenoide<br />
25<br />
5<br />
0<br />
17 19 21 23 25 27 29 31 33 35 37<br />
}<br />
TOC = 20,7%<br />
TOC = 20,7%<br />
C/N = 23<br />
δ 13 C = -27,12‰<br />
16<br />
14<br />
12<br />
10<br />
8<br />
6<br />
4<br />
2<br />
ACL 27-33 = 29,6<br />
PPI = 5,1%<br />
OB2 (27-43 cm)<br />
AVI = 1,4<br />
25<br />
20<br />
15<br />
10<br />
5<br />
BPI = 0%<br />
OB2 (27-43 cm)<br />
WPI = 21,2%<br />
50<br />
2465± 30 BP<br />
}<br />
TOC = 30,3%<br />
TOC = 30,3%<br />
C/N = 19<br />
δ 13 C = -27,16‰<br />
0<br />
17 19 21 23 25 27 29 31 33 35 37<br />
18<br />
16<br />
14<br />
12<br />
10<br />
8<br />
6<br />
ACL 27-33 = 29,4<br />
PPI = 8,3%<br />
OB2 (44-56 cm)<br />
AVI = 1,8<br />
4<br />
2<br />
0<br />
17 19 21 23 25 27 29 31 33 35 37<br />
epi-Taraxerol<br />
Taraxerenon<br />
u2<br />
Lupenon<br />
Taraxerol<br />
Glutinol<br />
alpha-Amyrin<br />
Lupeol<br />
U25<br />
Friedelin<br />
U29<br />
u4<br />
0<br />
Betulin<br />
Oleanolsäure<br />
Ursolsäure<br />
keine Triterpenoide<br />
2635± 30 BP<br />
}<br />
TOC = 34,8%<br />
TOC = 34,8%<br />
C/N = 21<br />
δ 13 C = -27,21‰<br />
µg/g [TOC]<br />
50<br />
40<br />
30<br />
20<br />
ACL 27-33 = 29,3<br />
PPI = 8,9%<br />
OB2 (57-72 cm)<br />
AVI = 2,0<br />
10<br />
0<br />
17 19 21 23 25 27 29 31 33 35 37<br />
Anzahl <strong>der</strong> C-Atome<br />
µg/g [TOC]<br />
800<br />
600<br />
400<br />
200<br />
0<br />
BPI = 46,9%<br />
epi-Taraxerol<br />
Taraxerenon<br />
u2<br />
Lupenon<br />
Taraxerol<br />
Glutinol<br />
alpha-Amyrin<br />
Lupeol<br />
U25<br />
Friedelin<br />
U29<br />
u4<br />
OB2 (57-72 cm)<br />
WPI = 18,6%<br />
Betulin<br />
Oleanolsäure<br />
Ursolsäure<br />
72 cm<br />
Abb. 6.1.2: Verteilungsmuster <strong>der</strong> n-Alkane und Triterpenoide im Sedimentkern Ostbense 2<br />
(OB2 0-72 cm) und daraus abgeleitete Parameter.<br />
132
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
Der aus dem Triterpenoidverteilungsmuster abgeleitete Bruchwaldtorfindikator (BPI =<br />
51,8%) zeigt den Ursprung dieser Verbindungen deutlich an. Da es sich in diesem<br />
Teufenintervall um keine örtlich gewachsene Biofazies wie z.B. eine in sich abgeschlossene<br />
Torfschicht handelt, ist das gesamte organische Material in dem Oberflächensediment <strong>der</strong><br />
Bohrung Ostbense 2 geochemisch als Einschwemmung erodierter Nie<strong>der</strong>moortorfe mit<br />
signifikanten Anteilen an Schilf- und Bruchwaldtorfen zu charakterisieren. Auf <strong>der</strong> Basis <strong>der</strong><br />
Lipidzusammensetzung torfbilden<strong>der</strong> Ursprungsvegetation ermöglicht die geochemische<br />
Analyse durch Kombination von Elementaranalyse und Lipidverteilungsmustern demnach<br />
auch dann eine sinnvolle Faziescharakterisierung, wenn botanisch verwertbare Großreste<br />
fehlen, wie es z.B. in kohlenstoffarmen Wattsedimenten häufig <strong>der</strong> Fall ist.<br />
Der sich im Profil anschließende Teufenabschnitt von 9-26 cm (OB2 9-26 cm) ist<br />
nach den Ergebnissen <strong>der</strong> botanischen Großrestanalyse als Nie<strong>der</strong>moortorf anzusprechen, <strong>der</strong><br />
sich überwiegend aus Resten krautiger Pflanzen zusammensetzt (vergl. Tab. 3.3). Die<br />
Ergebnisse <strong>der</strong> geochemischen Analyse deuten mit einem C/N-Verhältnis von 25 und <strong>der</strong><br />
Abwesenheit pentacyclischer Triterpenoide ebenfalls auf eine Ablagerung aus<br />
Nie<strong>der</strong>moorvegetationsresten hin. Auffällig ist allerdings das n-Alkanverteilungsmuster dieser<br />
Probe, das mit einem PPI-Wert von 18,9% den reiner Schilftorfe deutlich übertrifft. Eine<br />
Anreicherung des n-Tetracosans ist insofern beson<strong>der</strong>s ungewöhnlich, als Gewebereste von<br />
Schilfrhizomen in <strong>der</strong> botanischen Großrestanalyse nur eine untergeordnete Rolle spielen. In<br />
dieser sehr stark zersetzten Ablagerung (Humositätsgrad nach von Post H = 10) sind fast<br />
ausschließlich Samen <strong>der</strong> Salzbinse (Juncus gerardii) und grauer/roter Gänsefuß<br />
(Chenopodium glaucum bzw. C. rubrum) o<strong>der</strong> Früchte <strong>der</strong> Wasserminze (Mentha aquatica)<br />
und diverser Seggen (Carex sp.) erhalten geblieben. Die einzigen erhaltenen Gewebereste<br />
werden mit einem Anteil von weniger als 1% an <strong>der</strong> Gesamtmasse <strong>der</strong> Rhizomepi<strong>der</strong>mis des<br />
Schilfrohrs zugeschrieben. Der hohe Zersetzungsgrad ist demnach ursächlich für das Fehlen<br />
aussagekräftiger Gewebereste und führt bei einer rein auf botanischen Großresten beruhenden<br />
Faziescharakterisierung zu einem verzerrten Bild <strong>der</strong> Ursprungsvegetation. Auf <strong>der</strong> Basis <strong>der</strong><br />
geochemischen Analyse ist <strong>der</strong> Anteil von Schilfpflanzen an dieser Ablagerung deutlich<br />
höher einzuschätzen, als aus den noch erhaltenen Pflanzenresten abzuleiten wäre.<br />
An<strong>der</strong>erseits tragen gerade Pflanzensamen und Früchte qualitativ nur in sehr geringem Maße<br />
zum Gesamtlipidsignal einer Pflanze bei, und ihr Verteilungsmuster wird schon durch geringe<br />
Mengen unterirdischer Pflanzenlipide wie z.B. aus Rhizomen und Wurzelresten überdeckt.<br />
Die Probe OB2 27-43 cm ist durch botanische Großrestanalyse als reiner Schilftorf<br />
charakterisiert, in dem lediglich einige Samen und Früchte, aber keine Gewebereste von<br />
133
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
Wasserminze (Mentha aquatica), Queller (Salicorna europaea), Knöterich (Polygonum sp.),<br />
Quellkraut (Montia fontana) und Seggen (Carex sp.) enthalten sind. Das n-Alkanverteilungsmuster<br />
weist zwar ein Maximum beim n-Nonacosan auf, die charakteristische Anreicherung<br />
des n-Tetracosans ist für einen reinen Schilftorf allerdings auffällig niedrig (PPI = 5,1%).<br />
Auch das Vorkommen signifikanter Mengen pentacyclischer Triterpenoidalkohole wie das in<br />
zahlreichen Pflanzen vorkommende Taraxerol und das in Birkengewächsen (Betulaceae)<br />
angereicherte Betulin deuten auf einen Eintrag weiterer Pflanzenreste zur Zeit <strong>der</strong><br />
Torfablagerung hin. Durch den sehr hohen Zersetzungsgrad <strong>der</strong> Torfablagerung<br />
(Zersetzungsgrad H = 8-10) ist <strong>der</strong> Eintrag dieser Pflanzenteile offensichtlich nur noch durch<br />
ihre abbauresistentesten Lipide nachweisbar.<br />
Der sich im Teufenintervall anschließende Bohrkernabschnitt ist aufgrund <strong>der</strong><br />
zahlreichen gut erhaltenen Schilfrhizome visuell als reiner Schilftorf anzusprechen und wurde<br />
deshalb botanisch nicht weiter untersucht. Die geochemische Analyse des Teufenintervalls<br />
(OB2 44-56 cm) ergibt ein entsprechendes Bild mit einem für reine Schilftorfe typischen<br />
n-Alkanverteilungsmuster und einem signifikant erhöhtem Anteil des n-Tetracontans in <strong>der</strong><br />
Aliphatenfraktion (PPI = 8,3%). Das Fehlen bruchwald- o<strong>der</strong> hochmoorspezifischer<br />
Triterpenoide deutet ebenfalls auf eine von Einschwemmung und Begleitvegetation<br />
unabhängige Bildung und Ablagerung dieses Nie<strong>der</strong>moortorfs hin.<br />
Der den Bohrkern abschließende untere Teufenabschnitt OB2 57- 72 cm wird nach<br />
botanischer Großrestanalyse als sehr stark zersetzter Nie<strong>der</strong>moor-Bruchwaldtorf (H = 8-10)<br />
beschrieben, <strong>der</strong> neben 50 Vol% Resten von Bäumen, Sträuchern und diversen krautigen<br />
Pflanzen noch bis zu 25 Vol% Schilfrhizome und ebenso viel unbestimmbare Holzreste<br />
enthält. Geringe Mengen von Torfmoos <strong>der</strong> Sektion Squarrosa (Sphagnum teres), das<br />
hauptsächlich in Nie<strong>der</strong>moor und Übergangsmoor vorkommt (Eber, 2001), zählen ebenso zu<br />
den identifizierten Großresten. Der Anteil des organischen Kohlenstoffs von über 30% und<br />
ein „enges“ C/N-Verhältnis von 19 deuten bereits auf einen durch klastische Wattsedimente<br />
unverdünnten Torf hin, <strong>der</strong> unter ausreichen<strong>der</strong> Nährstoffversorgung abgelagert worden ist.<br />
Das n-Alkanverteilungsmuster entspricht dem reiner Schilftorfe (PPI = 8,9%), während <strong>der</strong><br />
hohe Holzanteil in dieser Torfschicht durch sehr hohe Triterpenoidgehalte erkennbar wird.<br />
Mit dem Triterpenoidalkohol Glutinol ist eine enge chemotaxonomische Verknüpfung mit<br />
dem Lipidsignal <strong>der</strong> Schwarzerle (Alnus glutinosa) möglich, die in Erlenbruchwäl<strong>der</strong>n<br />
vorkommend die zunehmende Verlandung eines Nie<strong>der</strong>moors einleitet. Dort ist die<br />
Verbindung vor allem in den Blättern <strong>der</strong> Schwarzerle angereichert (Köller, 2002). Der in<br />
hoher Konzentration vorliegende unbekannte Triterpenoidalkohol U29 ist in dieser Studie als<br />
134
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
charakteristische Verbindung in den Wurzeln <strong>der</strong> Besenheide (Calluna vulgaris)<br />
nachgewiesen worden. Auch das Triterpenoidketon Friedelin kommt in hoher Konzentration<br />
in den Stängeln und Wurzeln <strong>der</strong> Besenheide vor. Beide Verbindungen werden als<br />
charakteristische Verbindungen <strong>der</strong> regionalen Hochmoorvegetation eingestuft und im<br />
Hochmoortorfindikator (BPI) berücksichtigt, sodass für diesen Teufenabschnitt des Bohrkerns<br />
<strong>der</strong> Anteil <strong>der</strong> Hochmoortriterpenoide (BPI = 46,9%) höher eingeschätzt wird als <strong>der</strong> Anteil<br />
<strong>der</strong> Bruchwaldtriterpenoide (WPI = 18,6%). Diese Diskrepanz bei <strong>der</strong> chemotaxonomischen<br />
Verknüpfung des Lipidinventars einer Torfprobe mit den Ergebnissen <strong>der</strong> botanischen<br />
Großrestanalyse kann nur mit <strong>der</strong> Einschwemmung von hochmoorartigen Pflanzenresten<br />
erklärt werden, da eine Vergesellschaftung von Nie<strong>der</strong>moor bzw. Bruchwaldvegetation und<br />
echter Hochmoorvegetation zur Zeit <strong>der</strong> Torfbildung unwahrscheinlich ist. Durch Erosion<br />
und wie<strong>der</strong>holtes Umlagern bereits abgelagerter Hochmoortorfe kann es zu einer<br />
„Verdünnung“ o<strong>der</strong> Vermischung verschiedenster Torfvarietäten kommen, die dann fein<br />
verteilt das Lipidinventar dieses Sedimentabschnitts maßgeblich überprägt haben können<br />
(Abb. 6.1.2).<br />
Auch <strong>der</strong> Sedimentkern OB2 zeigt ein über das gesamte Teufenprofil wenig<br />
verän<strong>der</strong>liches Verhältnis <strong>der</strong> stabilen Kohlenstoffisotope. Die ermittelten δ 13 C-Werte von<br />
-26,96‰ bis -27,41‰ entsprechen denen <strong>der</strong> analysierten Pflanzen (vergl. Tab. 5.1) und<br />
lassen keinen Eintrag marinen Materials erkennen. Auch in <strong>der</strong> oberflächennahen,<br />
kohlenstoffarmen Sedimentschicht (OB2 0-8 cm) ist <strong>der</strong> Ursprung des organischen Materials<br />
offensichtlich auf die Einlagerung erodierter Torfe o<strong>der</strong> die Einschwemmung terrestrischer<br />
Vegetationsreste beschränkt.<br />
6.1.3 BOHRUNG OSTBENSE 3 (0-71 cm)<br />
Die Bohrung Ostbense 3 (OB3 0-71 cm) weist an ihrer Sedimentoberfläche im<br />
Teufenintervall von 0-19 cm (OB3 0-19 cm) eine stark zersetzte Grobdetritusmudde auf (H =<br />
8-10), die nach botanischer Großrestanalyse aus bis zu 50 Vol% Resten des Schilfrohrs in<br />
Form von Rhizomen, Rhizomepi<strong>der</strong>mis, Wurzeln und einzelnen Zellwänden<br />
zusammengesetzt ist. Diese in allen Schilftorfen gefundenen Großreste belegen eindeutig das<br />
hohe Erhaltungspotential <strong>der</strong> unterirdischen Pflanzenbestandteile. Schilfblätter und<br />
Samenwedel werden offenbar bereits vor <strong>der</strong> Torfbildung vollständig aerob abgebaut, und<br />
auch die Schilfstängel finden sich nur in geringer Menge in schwach bis mäßig stark<br />
zersetzten Schilftorfen. Als weitere Bestandteile dieser Probe sind Früchte und Samen <strong>der</strong><br />
Gemeinen Teichsimse (Schoenoplectus lacustris), Salzbinse (Juncus gerardii), Wasserminze<br />
135
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
(Mentha aquatica), Gänsefuß (Chenopodium spec.) und des Quellers (Salicornia europaea)<br />
identifiziert worden. Daneben wurden geringe Mengen von Einwehungen o<strong>der</strong><br />
Einschwemmungen hochmoorartiger Reste identifiziert. Dabei handelt es sich um vereinzelte<br />
Gewebereste diverser Torfmoose (Sphagnum sp.) und <strong>der</strong> Besenheide (Calluna vulgaris).<br />
Auffälligerweise waren die Hyalinzellen <strong>der</strong> Torfmoose fast vollständig mit Schluff besetzt,<br />
was auf intensive Transport- und Umlagerungsprozesse bis zur endgültigen Ablagerung<br />
schließen lässt. Einige Mikroskopaufnahmen mit schluffbesetzten Hyalinzellen sind im<br />
Anhang in Abb. 9.3.4 abgebildet.<br />
0<br />
OB 3 (0-71 cm)<br />
14 C-Alter<br />
TOC = 24,8%<br />
}<br />
TOC = 24,8%<br />
C/N = 22<br />
δ 13 C = -27,15‰<br />
20<br />
15<br />
10<br />
5<br />
ACL 27-33 = 29,4<br />
PPI = 6,0%<br />
n-Alkane<br />
OB3 (0-19 cm)<br />
AVI = 1,6<br />
Triterpenoide<br />
keine Triterpenoide<br />
0<br />
17 19 21 23 25 27 29 31 33 35 37<br />
25<br />
50<br />
2835± 30 BP<br />
2990*± 30 BP<br />
2730± 80 BP<br />
TOC = 47,8%<br />
}<br />
TOC = 47,8%<br />
C/N = 51<br />
δ 13 C = -27,63‰<br />
}<br />
TOC = 35,6%<br />
TOC = 35,6%<br />
C/N = 17<br />
δ 13 C = -27,28‰<br />
140<br />
120<br />
100<br />
80<br />
60<br />
40<br />
20<br />
0<br />
30<br />
25<br />
20<br />
15<br />
10<br />
5<br />
0<br />
ACL 27-33 = 30,8<br />
ACL 27-33 = 29,6<br />
PPI = 0,4%<br />
PPI = 10,6%<br />
OB3 (20-35 cm)<br />
AVI = 0,6<br />
17 19 21 23 25 27 29 31 33 35 37<br />
OB3 (36-48 cm)<br />
AVI = 1,4<br />
17 19 21 23 25 27 29 31 33 35 37<br />
OB3 (49-71 cm)<br />
µg/g [TOC]<br />
600<br />
500<br />
400<br />
300<br />
200<br />
100<br />
0<br />
BPI = 33,2%<br />
epi-Taraxerol<br />
Taraxerenon<br />
u2<br />
Lupenon<br />
Taraxerol<br />
Glutinol<br />
alpha-Amyrin<br />
Lupeol<br />
U25<br />
Friedelin<br />
U29<br />
u4<br />
OB3 (20-35 cm)<br />
WPI = 45,2%<br />
Betulin<br />
Oleanolsäure<br />
Ursolsäure<br />
keine Triterpenoide<br />
3025± 45 BP<br />
}<br />
TOC = 12,9%<br />
TOC = 12,9%<br />
C/N = 18<br />
δ 13 C = -27,62‰<br />
40<br />
30<br />
20<br />
10<br />
ACL 27-33 = 29,5<br />
PPI = 10,2%<br />
AVI = 1,6<br />
keine Triterpenoide<br />
0<br />
17 19 21 23 25 27 29 31 33 35 37<br />
Anzahl <strong>der</strong> C-Atome<br />
70 cm<br />
Abb. 6.1.3: Verteilungsmuster <strong>der</strong> n-Alkane und Triterpenoide im Sedimentkern Ostbense 3<br />
(OB3 0-71 cm) und daraus abgeleitete Parameter.<br />
136
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
Die Ergebnisse <strong>der</strong> geochemischen Analyse bestätigen das Ergebnis <strong>der</strong><br />
Großrestanalyse. Ein C/N-Verhältnis von 22, ein n-Alkanverteilungsmuster mit einem<br />
n-Alkan-Vegetations-Indikator (AVI) von 1,6 und ein Schilftorfindikator (PPI) von 6%<br />
entsprechen einem Nie<strong>der</strong>moortorf mit signifikantem Schilfanteil (Abb. 6.1.3). Da in dieser<br />
Probe keine Triterpenoide nachweisbar sind, scheinen die eingetragenen Hochmoorelemente<br />
quantitativ von untergeordneter Bedeutung zu sein, da sie keinen messbaren Beitrag zum<br />
Gesamtlipidsignal <strong>der</strong> Probe leisten.<br />
Die Elementparameter des sich anschließenden Teufenabschnitts von 20-35 cm (OB3<br />
20-35 cm) deuten bereits auf eine abweichende Zusammensetzung <strong>der</strong> Biofazies hin. Das<br />
„weite“ C/N-Verhältnis von 51 in <strong>der</strong> Probe entspricht dem C/N-Verhältnis <strong>der</strong> unter<br />
Stickstoffmangel produzierten Biomasse regionstypischer Hochmoorvegetation. Die<br />
botanische Großrestanalyse beschreibt diese Probe als stark zersetzten Übergangsmoortorf<br />
(H = 6-8), <strong>der</strong> überwiegend aus dem Torfmoos Sphagnum palustre (> 50 Vol%) gebildet<br />
wurde. Des Weiteren wurden etwa 5 Vol% Birkenreste (Betula sp.) in Form von Holz, Rinde<br />
und Nüssen gefunden sowie ebenfalls etwa 5 Vol% Besenheide (Calluna vulgaris) in Form<br />
von Blüten, Reiser und unbeblätterten Sprossen. Weitere 5-10 Vol% entfallen auf Rhizome<br />
und Wurzeln von Schilfrohr (Phragmites australis), während diverse Laubmoose, Moosbeere<br />
(Oxycoccus palustris) und die Samen diverser Nie<strong>der</strong>moorpflanzen nur vereinzelt o<strong>der</strong> in sehr<br />
geringen Mengen nachweisbar waren. Das n-Alkanverteilungsmuster mit seiner<br />
Bevorzugung des Tritriacontans (n-C 33 ) und des Hentriacontans (n-C 31 ) und die daraus<br />
abgeleiteten Parameter entsprechen dem typischer Hochmoorvegetation (AVI = 0,6). Trotz<br />
des hohen TOC-Gehalts <strong>der</strong> Probe und des damit geringeren Umrechnungsfaktors bei <strong>der</strong><br />
Berechnung <strong>der</strong> Mengenangaben einzelner n-Alkane ist <strong>der</strong> Gehalt an aliphatischen<br />
Verbindungen etwa vier Mal so hoch wie in den Nie<strong>der</strong>moorablagerungen. Auch diese<br />
Beobachtung deckt sich mit dem Lipidinventar <strong>der</strong> Hochmoorvegetation, <strong>der</strong>en<br />
Hauptvertreter wie z.B. die Besenheide (Calluna vulgaris) o<strong>der</strong> Glockenheide (Erica tetralix)<br />
ebenfalls überdurchschnittlich hohe Gehalte an n-Alkanen aufweisen. Das Lipidsignal des<br />
Schilfanteils in <strong>der</strong> Probe wird hier eindeutig von den wesentlich höher konzentrierten<br />
n-Alkanen in den Verteilungsmustern <strong>der</strong> dominierenden Begleitvegetation überdeckt. Die<br />
sonst für Schilftorfe charakteristische Anreicherung des Tetracosans (n-C 24 ) wird ebenfalls<br />
nicht festgestellt (PPI = 0,4%).<br />
Das Verteilungsmuster <strong>der</strong> Triterpenoide wird eindeutig durch den Alkohol Betulin<br />
dominiert, dessen hohe Konzentration durch den signifikanten Beitrag <strong>der</strong> Birken (Betula sp.)<br />
an den pflanzlichen Geweberesten dieser Torfprobe zu begründen ist (Abb. 6.1.3). Gerade das<br />
137
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
Rindenmaterial enthält große Mengen Betulin und weitere Lupan<strong>der</strong>ivate wie Lupeol, das<br />
ebenfalls mit großer Wahrscheinlichkeit dieser Quelle zugeordnet werden kann. Die bisher<br />
nur in <strong>der</strong> Besenheide (Calluna vulgaris) nachgewiesenen unbekannten Triterpenoidketone u2<br />
und u4 kommen ebenso in dieser Torfprobe vor und korrelieren sehr gut mit dem<br />
signifikanten Anteil von Besenheide an den pflanzlichen Geweberesten in dieser Probe. Es<br />
scheint sich insbeson<strong>der</strong>e bei <strong>der</strong> unbekannten Verbindung u4 um einen pflanzenspezifischen<br />
Biomarker zu handeln, <strong>der</strong> stabil gegenüber mikrobiellem Abbau und frühdiagenetischen<br />
Prozessen ist und daher zuverlässig den Eintrag von Besenheide in einen Torf anzeigen kann<br />
(vergl. Abb. 5.4.6). Das in <strong>der</strong> Probe detektierte Triterpenoidketon Friedelin findet sich<br />
ebenfalls in den verschiedenen Pflanzenteilen <strong>der</strong> Besenheide und kann diesem pflanzlichen<br />
Ursprung zugeordnet werden. Die Verbindungen epi-Taraxerol und Taraxeron sind nicht<br />
pflanzenspezifisch, aber als typische Triterpenoide <strong>der</strong> Hochmoorvegetation sowohl in <strong>der</strong><br />
Moosbeere (Vaccinium oxycoccus) als auch in <strong>der</strong> Besenheide (Calluna vulgaris) enthalten.<br />
Beide Pflanzen sind Bestandteil dieser Probe. Der Anteil des Torfmooses Sphagnum palustre<br />
an <strong>der</strong> Fraktion <strong>der</strong> Triterpenoide ist dagegen nur schwer einzuschätzen. Obwohl es mit über<br />
50 Vol% Hauptbestandteil an pflanzlichen Geweberesten ist, ist die Hauptkomponente, <strong>der</strong><br />
unbekannte Triterpenoidalkohol U14, in dieser Torfprobe nicht detektierbar. Dies deutet<br />
entwe<strong>der</strong> auf ein nur temporär synthetisiertes Produkt des Sekundärstoffwechsels hin o<strong>der</strong> auf<br />
eine instabile Verbindung, die bereits früh bis hin zum Totalverlust mikrobiell abgebaut wird.<br />
Eine Biomarkerfunktion für den Eintrag von Sphagnum palustre ist auf jeden Fall<br />
auszuschließen.<br />
Die Triterpenoidsäuren Oleanolsäure und Ursolsäure sind von Baas et al. (2000) als<br />
Inhaltsstoff zahlreicher Torfmoose identifiziert worden und wurden in dieser Studie in fast<br />
allen Hochmoorpflanzen nachgewiesen. Sie sind offenbar nicht pflanzenspezifisch, eignen<br />
sich aber gut zur Abgrenzung von den Bruchwaldtriterpenoiden und finden daher auch<br />
Anwendung im Hochmoortorfindikator (BPI). Die für ein Torfmoos untypische und bisher in<br />
<strong>der</strong> Literatur (Baas et al., 2000; Pancost et al., 2002) nicht beschriebene Anreicherung von<br />
Betulin in Sphagnum palustre führt in diesem Fall offensichtlich zu außergewöhnlich hohen<br />
Gehalten von Betulin in dieser Torfablagerung und beeinflusst auch die Parametrisierung des<br />
Triterpenoidverteilungsmusters. Der Bruchwaldtorfindikator (WPI) übersteigt mit einem<br />
Anteil von 45,2% den Hochmoortorfindikator (BPI) mit einem Anteil von 33,2% Anteil an<br />
<strong>der</strong> Triterpenoidfraktion deutlich. Die Probe ist geochemisch ebenfalls als ein<br />
Übergangsmoortorf mit hohem Anteil an Bruchwaldvegetation zu bezeichnen. Die<br />
138
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
geochemischen Daten zeichnen demnach ein zur botanischen Großrestanalyse<br />
komplementäres Bild <strong>der</strong> Vegetation zur Zeit <strong>der</strong> Torfablagerung.<br />
Die sich im Teufenverlauf nach unten anschließende, stark zersetzte Torfschicht<br />
(H = 8) im Teufenintervall von 38-48 cm (OB3 38-48 cm) weist durch ein C/N-Verhältnis<br />
von lediglich 17 bereits auf eine deutlich günstigere Nährstoffversorgung während <strong>der</strong><br />
Ablagerung hin. Auf <strong>der</strong> Basis <strong>der</strong> geobotanischen Großrestanalyse handelt es sich bei dieser<br />
Ablagerung um einen Nie<strong>der</strong>moortorf mit einem Anteil von Mudde. Neben etwa 25-50 Vol%<br />
Schilf (Phragmites australis) sind ebenso viele unbestimmbare Wurzelreste erhalten<br />
geblieben. Des Weiteren sind zahlreiche Samen und Fruchtfragmente des Breitblättrigen<br />
Merk (Sium latifolium), einer am Ufer stehen<strong>der</strong> und langsam fließen<strong>der</strong> nährstoffreicher<br />
Gewässer vorkommenden Art, <strong>der</strong> Gemeinen Teichsimse (Schoenoplectus lacustris), <strong>der</strong><br />
Salz-Binse (Juncus gerardii), des Gänsefuß (Chenopodium spec.), <strong>der</strong> Strand-Melde (Atriplex<br />
hastata) und <strong>der</strong> Kuckucks-Lichtnelke (Lychnis flos cuculi) identifiziert worden. Das n-<br />
Alkanverteilungsmuster entspricht dem reiner Schilftorfe mit <strong>der</strong> charakteristischen<br />
Anreicherung des Tetracosans (PPI = 10,6%), die auf das hohe Erhaltungspotential <strong>der</strong><br />
Schilfrhizome zurückzuführen ist (Abb. 6.1.3). Die Abwesenheit pentacyclischer<br />
Triterpenoide ist ein Indiz dafür, dass keine Bruchwald- o<strong>der</strong> Hochmoorvegetationsreste an<br />
<strong>der</strong> Bildung dieser Ablagerung beteiligt sind. Eine weitergehende Differenzierung innerhalb<br />
<strong>der</strong> Nie<strong>der</strong>moorvegetation ausschließlich auf <strong>der</strong> Basis des n-Alkanverteilungsmusters ist<br />
nicht möglich.<br />
Das den Bohrkern nach unten abschließende Teufenintervall von 49-71 cm (OB3 49-<br />
71 cm) mit einem Gehalt an organischem Kohlenstoff von nur noch 12,9% ist nicht mehr als<br />
Torf anzusprechen, son<strong>der</strong>n als Ergebnis <strong>der</strong> botanischen Großrestanalyse als Schlick mit<br />
stark zersetzten (H = 8-10) Einschlüssen verschiedenster Pflanzen zu bezeichnen. Das C/N-<br />
Verhältnis von 18 deutet auf eine nährstoffreiche Ablagerung hin. Bei den im Schlick<br />
eingeschlossenen Pflanzenresten handelt es sich überwiegend etwa um 10-25 Vol% Schilf<br />
(Phragmites australis) und diverse Reste verschiedener Gräser und krautiger Pflanzen wie<br />
z.B. Wasserminze (Mentha aquatica), Rohrkolben (Typha latifolia) und Nixkraut (Najas cf.<br />
flexilis). Daneben sind diverse Torfmoose (Sphagnum sp.) erhalten geblieben, die allerdings<br />
weit weniger als 1 Vol% <strong>der</strong> strukturierten organischen Masse ausmachen. Als Ergebnis <strong>der</strong><br />
geochemischen Analyse zeigt die n-Alkanverteilung eine deutliche Bevorzugung des für<br />
Nie<strong>der</strong>moorvegetation typischen Nonacosans (n-C 29 ), die auch im n-Alkan-Vegetations-<br />
Indikator (AVI =1,6) deutlich wird. Das Verteilungsmuster weist ebenso die charakteristische<br />
Anreicherung des für Schilfrhizome indikativen Tetracosans (n-C 24 ) auf (PPI = 10,2%). Der<br />
139
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
Eintrag <strong>der</strong> zahl- und artenreichen Begleitvegetation wird durch das n-Alkanverteilungsmuster<br />
<strong>der</strong> Schilfrhizome vollständig überdeckt. Das Fehlen <strong>der</strong> pentacyclischen<br />
Triterpenoide schließt den signifikanten Eintrag von Bruchwald- und Hochmoorvegetationsresten<br />
in diesem Teufenintervall aus.<br />
Die ermittelten δ 13 C-Werte von -27,15‰ bis -27,62‰ im Sedimentkern OB3 lassen<br />
ebenfalls keinen bedeutenden Eintrag organischen Materials aus mariner Quelle erkennen.<br />
6.1.4 WEITERES REFERENZ-PROBENMATERIAL<br />
● Seggentorfprobe aus <strong>der</strong> Türkei<br />
Zur Evaluierung geochemischer Lipidverteilungsmuster und <strong>der</strong> daraus abgeleiteten<br />
Parameter ist eine chemotaxonomische Verknüpfung rezenten Pflanzenmaterials mit den<br />
daraus entstehenden Torfablagerungen nötig. Torfe dürfen allerdings nicht als<br />
Ablagerungsprodukte mit einer reinen Fazies gedeutet werden, son<strong>der</strong>n vielmehr als Torf mit<br />
dem Hauptanteil <strong>der</strong> jeweiligen Pflanzenart und mehr o<strong>der</strong> weniger Begleitvegetation, die im<br />
Idealfall <strong>der</strong> gleichen Vegetationsgemeinschaft angehört. Aus Mangel an relativ sortenreinen<br />
Torfen, die <strong>der</strong> schilffreien Nie<strong>der</strong>moorvegetation zuzuordnen sind, wurde freundlicherweise<br />
von Herrn Bartels (LUFA, Oldenburg) eine Seggentorfprobe aus <strong>der</strong> Türkei zur Verfügung<br />
gestellt. Die genaue Zusammensetzung ist durch eine botanische Großrestanalyse bestimmt<br />
worden. Der nur wenig bis mäßig zersetzte Torf (H = 3-5) enthält über 80 Vol% Seggen<br />
(Carex spec.), insbeson<strong>der</strong>e Schlamm-Segge (Carex limosa), Schnabel-Segge (Carex<br />
rostrata) und Igel-Segge (Carex echinata). An Begleitvegetation wurden Gewebereste <strong>der</strong><br />
Blasenbinse (Scheuchzeria palustre), des Fieberklees (Menyanthes trifoliata), <strong>der</strong> Tanne<br />
(cf. Abies alba) und geringer Mengen Torfmoose (Sphagnum sp.) identifiziert.<br />
Die Gehalte an aliphatischen Kohlenwasserstoffen in <strong>der</strong> Torfprobe sind äußerst<br />
gering und weisen kein aussagefähiges Verteilungsmuster auf (Abb. 6.1.4).<br />
300<br />
Schnabelsegge<br />
(Carex rostrata, Blätter)<br />
5<br />
Schnabelsegge<br />
(Carex rostrata, Wurzeln)<br />
1,0<br />
Seggentorf (Türkei)<br />
µg/g [TOC]<br />
250<br />
200<br />
150<br />
100<br />
50<br />
4<br />
3<br />
2<br />
1<br />
0,8<br />
0,6<br />
0,4<br />
0,2<br />
PPI = 3,2%<br />
AVI = 6,3<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
Anzahl <strong>der</strong> C-Atome<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
0,0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
Abb. 6.1.4: Vergleich <strong>der</strong> n-Alkanverteilung in rezenten Pflanzen und einem Seggentorf.<br />
140
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
Ein Vergleich mit <strong>der</strong> n-Alkanverteilung in Extrakten aus verschiedenen Pflanzenteilen<br />
rezenter Seggen ergibt eine gute Übereinstimmung mit <strong>der</strong> n-Alkanverteilung in den Wurzeln<br />
<strong>der</strong> Schnabel-Segge (Carex rostrata). Ähnlich wie bei <strong>der</strong> Schilfpflanze wird auch bei den<br />
Seggen ausschließlich das n-Alkanverteilungsmuster unterirdischer Pflanzenteile in einem<br />
Torf konserviert, obwohl <strong>der</strong> Gehalt an n-Alkanen in den Blättern <strong>der</strong> Pflanze etwa fünfzig<br />
mal so hoch ist. Dieses Ergebnis verdeutlicht erneut die außerordentliche Bedeutung des<br />
spezifischen Erhaltungspotentials einzelner Pflanzenteile während <strong>der</strong> Torfbildung. Aufgrund<br />
<strong>der</strong> ungünstigen Erhaltungsbedingungen im Nie<strong>der</strong>moor allgemein und speziell für leicht<br />
abbaubares Blattmaterial bleiben so gut wie keine Lipide aus diesen Pflanzenteilen erhalten.<br />
Trotz geringer Reste hochmoorartiger Vegetation sind in <strong>der</strong> Seggentorfprobe keine<br />
pentacyclischen Triterpenoide nachweisbar. Dies entspricht den Erwartungen und unterstützt<br />
die Ergebnisse dieser Studie, wonach Nie<strong>der</strong>moorvegetation keine signifikante Quelle dieser<br />
Verbindungen darstellt.<br />
● Birkenwurzelstumpf (Benser Watt, 53°42,37 N; 07°38,79 E)<br />
Abb. 6.1.5: Birkenwurzelstumpf im Benser Watt.<br />
Bei einer Probennahme im Spiekerooger Rückseitenwatt wurden in <strong>der</strong> Nähe des Bohrkern<br />
OB2 (53°42,37 N; 07°38,79 E) die Überreste einer Birke in Form eines gut erhaltenen<br />
Wurzelstumpfes und mehrerer Äste entdeckt (Abb. 6.1.5, genaue Probenlokation siehe Abb.<br />
3.4, dort als Bruchwaldreste bezeichnet). Die Analyse <strong>der</strong> entnommenen Probe kann<br />
wertvolle Hinweise auf die Stabilität o<strong>der</strong> mögliche frühdiagenetische Verän<strong>der</strong>ungen im<br />
Lipidinventar eines Birkenbruchwaldes geben und ist zu diesem Zweck auch datiert worden.<br />
Das konventionelle 14 C-Alter <strong>der</strong> Probe beträgt 3700 ± 30 [J.v.1950] und entspricht einem<br />
kalibrierten Zeitintervall von 2144-2021 BC (vor Christus). Damit stammt die Probe aus dem<br />
Subboreal (Späte Wärmezeit) und ist nicht etwa nachträglich in das Rückseitenwatt<br />
eingeschwemmt worden.<br />
141
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
Ein Vergleich des n-Alkanverteilungsmusters mit denen rezenter Rinde und Blätter <strong>der</strong><br />
Moorbirke (Betula pubescens) zeigt bei <strong>der</strong> fossilen Holzprobe eine leichte Verschiebung zu<br />
höheren Homologen (Abb. 6.1.6).<br />
µg/g [TOC]<br />
Moorbirke<br />
(Betula pubescens, Blätter)<br />
4000<br />
3000<br />
2000<br />
1000<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
Moorbirke<br />
(Betula pubescens, Rinde)<br />
7<br />
6<br />
5<br />
4<br />
3<br />
2<br />
1<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
Birkenwurzelstumpf (Benser Watt)<br />
Datierung BC 2144-2021<br />
4<br />
3<br />
2<br />
PPI = 8,9%<br />
AVI = 3,4<br />
1<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
Anzahl <strong>der</strong> C-Atome<br />
µg/g [TOC]<br />
50000<br />
3000<br />
2000<br />
1000<br />
Moorbirke (Betula pubescens)<br />
(Rinde, obere Schicht)<br />
800<br />
600<br />
400<br />
200<br />
Moorbirke (Betula pubescens)<br />
(Rinde, untere Schicht)<br />
Birkenwurzelstumpf (Benser Watt)<br />
Datierung BC 2144-2021<br />
600<br />
500<br />
400<br />
300<br />
200<br />
100<br />
WPI = 92,7%<br />
BPI = 0%<br />
U6<br />
ß-Amyrin<br />
U9<br />
U10<br />
Lupeol<br />
U20<br />
U27<br />
U30<br />
Uvaol<br />
U34<br />
Betulin<br />
U38<br />
0<br />
U48<br />
Betulinaldeyd<br />
Betulinsäure<br />
U6<br />
ß-Amyrin<br />
U9<br />
U10<br />
Lupeol<br />
U20<br />
U27<br />
U30<br />
Uvaol<br />
U34<br />
Betulin<br />
U38<br />
0<br />
U48<br />
Betulinaldeyd<br />
Betulinsäure<br />
U6<br />
ß-Amyrin<br />
U9<br />
U10<br />
Lupeol<br />
U20<br />
U27<br />
U30<br />
Uvaol<br />
U34<br />
Betulin<br />
U38<br />
0<br />
U48<br />
Betulinaldeyd<br />
Betulinsäure<br />
Abb. 6.1.6: Vergleich des Lipidinventars eines fossilen Birkenwurzelstumpfs (Benser Watt) mit<br />
rezentem Material <strong>der</strong> Moorbirke (Betula pubescens).<br />
Obwohl das Maximum beim Heptacosan (n-C 27 ) erhalten bleibt, ist <strong>der</strong> Anteil des<br />
Nonacosans (n-C 29 ) signifikant erhöht. Auch <strong>der</strong> Anteil des Tetracosans (n-C 24 ) ist im fossilen<br />
Holz auffallend hoch und deutet eventuell auf eine diagenetische Entstehung durch<br />
mikrobiellen Abbau hin. Das n-Alkanverteilungsmuster ist dem <strong>der</strong> Schilfrhizome sehr<br />
ähnlich, sodass hier möglicherweise eine zweite bedeutende Quelle für diese charakteristische<br />
Verbindung vorliegt. Ebenso könnten aber auch Lipide erodierter Schilftorfe in die oberen<br />
Schichten des stark aufgeschwemmten Birkenholzes eingedrungen sein.<br />
Das Verteilungsmuster <strong>der</strong> pentacyclischen Triterpenoide in <strong>der</strong> Holzprobe stimmt<br />
überraschend gut mit dem <strong>der</strong> analysierten unteren Birkenrindenschicht überein und<br />
unterstreicht die beson<strong>der</strong>e Bedeutung dieser Verbindungen als Biomarker bei <strong>der</strong><br />
chemotaxonomischen Verknüpfung rezenter Vegetation und abgelagerter Biofazies in<br />
Sedimenten. Bei nur wenig geringeren Gehalten dominieren Betulin und Lupeol das<br />
Verteilungsmuster. Der Betulinsäure und dem unbekannten Triterpenoidalkohol U10 kann<br />
ebenfalls ein hohes Erhaltungspotential und damit eine Biomarkerfunktion zugesprochen<br />
142
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
werden. Dagegen sind zahlreiche Verbindungen <strong>der</strong> oberen Birkenrindenschicht wie z.B.<br />
β-Amyrin, Uvaol, U6, U9, U20, U27, U34 und U48 in <strong>der</strong> fossilen Probe nicht mehr<br />
nachweisbar. Der Verlust dieser Verbindungen alleine erlaubt noch keine gesicherte Aussage<br />
über die Stabilität einzelner Verbindungen, denn die äußere Rindenschicht ist auch<br />
gleichzeitig als mikrobielle Kontaktoberfläche zu betrachten und von daher verstärkten<br />
mikrobiellen Aktivitäten ausgesetzt.<br />
●<br />
Torfplatte an <strong>der</strong> Oberfläche des Benser-Watt (TP-BW)<br />
Nur wenige Meter westlich (53°42,37 N; 07°38,79 E) des Fundortes <strong>der</strong> Birkenreste tritt im<br />
Benser Watt eine Torfplatte von bedeuten<strong>der</strong> Größe an die Wattoberfläche. Bei <strong>der</strong><br />
analysierten Probe (TP-BW) handelt es sich um einen hellbraun gefärbten Torf von feiner,<br />
faseriger Struktur, <strong>der</strong> schon visuell durch die Abwesenheit von Schilfrhizomen von den weit<br />
verbreiteten Schilftorfen unterschieden werden kann (Abb. 6.1.7).<br />
Abb. 6.1.7: Torfplatte an <strong>der</strong> Oberfläche des<br />
Benser Watts.<br />
Auf <strong>der</strong> Basis <strong>der</strong> botanischen Großrestanalyse<br />
ist diese Ablagerung als Übergangsmoortorf,<br />
speziell als ein Laubmoos-<br />
Sphagnumtorf, zu bezeichnen. Dieser setzt<br />
sich aus >50 Vol% Laubmoos (Polytichum<br />
commune), einem typischen Waldbodenmoos<br />
(Eber, 2001), maximal 4 Vol% Sumpf-<br />
Sternstreifenmoos (Aulaco-nium palustre)<br />
und maximal 4 Vol% Moor-Gabelzahnmoos<br />
(Dicranum undulatum) zusammen, das oft in<br />
Hochmooren mit den Torfmoosen<br />
vergesellschaftet ist. Torfmoose sind ebenfalls in Form von maximal je 4 Vol% Sphagnum<br />
palustre und Sphagnum fallax identifiziert worden. Beide Arten sind Torfmoose, die<br />
überwiegend in Übergangsmooren, Bruchwäl<strong>der</strong>n und Waldsümpfen verbreitet sind (Eber,<br />
2001). Die mit 5-9 Vol% zahlreich vorkommenden Holz- und Rindenreste in dieser<br />
Ablagerung sind als Großreste <strong>der</strong> Birke (Betula sp.) identifiziert worden und<br />
vervollständigen das Bild <strong>der</strong> torfbildenden Vegetation.<br />
Die pflanzliche Zusammensetzung ähnelt stark <strong>der</strong> im Bohrkern Ostbense 3 im<br />
Teufenabschnitt 20-35 cm befindlichen Torfschicht. Allerdings ist in <strong>der</strong> Probe OB3 (20-35<br />
cm) <strong>der</strong> Anteil <strong>der</strong> Torfmoose deutlich größer als in <strong>der</strong> Torfplatte an <strong>der</strong> Wattoberfläche<br />
einige hun<strong>der</strong>t Meter westlich <strong>der</strong> Bohrung. Auch die geochemische Analyse <strong>der</strong> Probe zeigt<br />
eine auffällige Übereinstimmung des Lipidinventars bei<strong>der</strong> Proben (Abb. 6.1.8).<br />
143
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
µg/g [TOC]<br />
200<br />
150<br />
100<br />
PPI = 0,9%<br />
Torfplatte (TP-BW)<br />
AVI = 1,4<br />
50<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
Anzahl <strong>der</strong> C-Atome<br />
500<br />
450<br />
400<br />
350<br />
300<br />
250<br />
200<br />
150<br />
100<br />
50<br />
0<br />
BPI = 28,3%<br />
Torfplatte (TP-BW)<br />
WPI = 40,7%<br />
epi-Taraxerol<br />
epi-Taraxerol<br />
Taraxerenon Taraxerenon<br />
u2 u2<br />
Lupenon Lupenon<br />
Taraxerol Taraxerol<br />
alpha-Amyrin<br />
alpha-Amyrin<br />
Lupeol Lupeol<br />
Friedelin Friedelin<br />
U29u4 U29u4<br />
U25 U25<br />
Betulinsäure<br />
Betulinsäure<br />
Oleanolsäure<br />
Oleanolsäure<br />
Ursolsäure<br />
Ursolsäure<br />
µg/g [TOC]<br />
140<br />
120<br />
100<br />
80<br />
60<br />
40<br />
20<br />
0<br />
PPI = 0,4%<br />
AVI = 0,6<br />
OB3 (20-35 cm)<br />
17 19 21 23 25 27 29 31 33 35 37<br />
Anzahl <strong>der</strong> C-Atome<br />
600<br />
550<br />
500<br />
450<br />
400<br />
350<br />
300<br />
250<br />
200<br />
150<br />
100<br />
50<br />
0<br />
BPI = 33,2%<br />
OB3 (20-35 cm)<br />
WPI = 45,2%<br />
epi-Taraxerol<br />
epi-Taraxerol<br />
Taraxerenon Taraxerenon<br />
u2 u2<br />
Lupenon Lupenon<br />
Taraxerol Taraxerol<br />
alpha-Amyrin<br />
alpha-Amyrin<br />
Lupeol Lupeol<br />
Friedelin Friedelin<br />
U29u4 U29u4<br />
U25 U25<br />
Betulinsäure<br />
Betulinsäure<br />
Oleanolsäure<br />
Oleanolsäure<br />
Ursolsäure<br />
Ursolsäure<br />
Abb. 6.1.8: Verteilungsmuster <strong>der</strong> n-Alkane und <strong>der</strong> pentacyclischen Triterpenoide in <strong>der</strong><br />
Torfplatte an <strong>der</strong> Oberfläche des Benser Watts (TP-BW) im Vergleich mit <strong>der</strong><br />
Torfschicht im Teufenintervall 20-35 cm im Bohrkern Ostbense 3 (OB3 20-35 cm).<br />
Das n-Alkanverteilungsmuster <strong>der</strong> Torfprobe TP-BW weist ein bimodales Maximum beim<br />
Heptacosan (n-C 27 ) und Hentriacontan (n-C 31 ) auf, das sowohl den Eintrag von kürzerkettigen<br />
Homologen <strong>der</strong> Bruchwaldvegetation anzeigt als auch hohe Gehalte längerkettiger n-Alkane<br />
umfasst, die das Lipidinventar hochmoorartiger Vegetation repräsentieren. Im<br />
Verteilungsmuster <strong>der</strong> Probe OB3 (20-35 cm) ist <strong>der</strong> Anteil an n-C 31 und n-C 33 deutlich<br />
höher, sodass auf <strong>der</strong> Basis <strong>der</strong> n-Alkanverteilung <strong>der</strong> Anteil <strong>der</strong> Bruchwaldvegetation in <strong>der</strong><br />
Torfplatte TP-BW höher einzuschätzen ist als in <strong>der</strong> Vergleichsprobe OB3 (20-35 cm).<br />
Das Verteilungsmuster <strong>der</strong> Triterpenoide zeigt durch die Anwesenheit zahlreicher<br />
Bruchwaldterpenoide (WPI = 40,7%) deutlich den durch die botanische Großrestanalyse<br />
bestätigten Eintrag von Birken (Betula sp.) an. Die ebenfalls zahlreich vertretenen<br />
hochmoortypischen Verbindungen sind auf den Eintrag <strong>der</strong> Laub- und Torfmoose<br />
zurückzuführen. Ein nahezu mit <strong>der</strong> Probe OB3 (20-35) identisches Verteilungsmuster bei<br />
annähernd gleich hohen Gehalten <strong>der</strong> Triterpenoide legt die Vermutung nahe, dass es sich bei<br />
<strong>der</strong> Torfplatte an <strong>der</strong> Oberfläche des Benser Watts um eine langsam nach Osten abtauchende<br />
Torfschicht handelt, die wenige hun<strong>der</strong>t Meter östlich in 20 cm Teufe in <strong>der</strong> Bohrung OB3<br />
durchbohrt wird.<br />
144
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
● Basistorf bei Bensersiel (53°41,700 N; 07°35,306 E)<br />
Abb. 6.1.9: Torfschicht an <strong>der</strong> Oberfläche des Benser Watts.<br />
Eine weitere Torfprobe wurde <strong>der</strong> Wattoberfläche nahe <strong>der</strong> Ortschaft Bensersiel<br />
(Probenlokation siehe Abb. 3.4) entnommen, wobei es sich sehr wahrscheinlich um einen<br />
Basistorf handelt (Abb. 6.1.9), <strong>der</strong> hier bis an die Wattoberfläche reicht (Herr Heinze, pers.<br />
Mitt.).<br />
Die botanische Großrestanalyse charakterisiert die stark zersetzte (H = 8) Ablagerung<br />
als Nie<strong>der</strong>moortorf, überwiegend gebildet aus den Resten von Schilfrohr (Phragmites<br />
australis) und zahlreichen Resten krautiger Pflanzen. Der hohe Anteil von etwa 25-50 Vol%<br />
<strong>der</strong> Schilfreste ist in Abb. 6.1.9 gut erkennbar. Weitere identifizierbare Gewebereste<br />
beschränken sich auf weniger als 1 Vol% Rindenreste, die den Birkengewächsen (Betulaceae)<br />
zugeordnet werden. Ob es sich dabei um Birken- o<strong>der</strong> Erlenrinde handelt, war nicht mehr<br />
bestimmbar. Des Weiteren sind Blattreste <strong>der</strong> Weide (Salix spec.) mit ebenfalls weniger als 1<br />
Vol% in dieser Torfprobe enthalten. Von den krautigen Pflanzen sind lediglich Früchte und<br />
Samen erhalten geblieben. Sowohl Blätter und Stängel als auch Wurzelmaterial sind wie in<br />
allen stark zersetzten Nie<strong>der</strong>moortorfen als Gewebereste nicht mehr vorhanden. Es sind die<br />
Samen <strong>der</strong> Salzbinse (Juncus gerardii), Wasserminze (Mentha aquatica) und <strong>der</strong><br />
Wassermiere (Myosoton aquaticum) und die Früchte weiter nicht bestimmbarer Veilchen<br />
(Viola sp.) identifizierbar.<br />
Der hohe Anteil von Schilfrohr in dieser Torfprobe ist auch für das n-Alkanverteilungsmuster<br />
prägend (Abb. 6.1.10). Der n-Alkan-Vegetations-Indikator (AVI) weist mit<br />
einem Wert von 3,2 deutlich auf die Bevorzugung <strong>der</strong> für Nie<strong>der</strong>moorvegetation typischen<br />
n-C 27 - und n-C 29 -Homologe hin. Die mit einem Anteil von 12,9% signifikante Anreicherung<br />
des Tetracosans (n-C 24 ) in <strong>der</strong> Aliphatenfraktion bildet treffend den hohen Anteil des<br />
Schilfrohrs in dieser Torfprobe ab. Die hohen Gehalte und die Verteilung <strong>der</strong> pentacyclischen<br />
145
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
Triterpenoide in <strong>der</strong> Probe führen allerdings zu einem völlig an<strong>der</strong>en Bild <strong>der</strong> an <strong>der</strong> Bildung<br />
dieser Ablagerung beteiligten Vegetation (Abb. 6.1.10).<br />
µg/g g [TO<br />
C]<br />
50<br />
40<br />
30<br />
20<br />
10<br />
a)<br />
Basistorf Bensersiel<br />
PPI = 12,9%<br />
AVI = 3,2<br />
µg/g [TOC]<br />
200<br />
150<br />
100<br />
50<br />
Basistorf Bensersiel<br />
b)<br />
WPI = 32,7%<br />
BPI = 47,2%<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
Anzahl <strong>der</strong> C-Atome<br />
0<br />
U10<br />
Taraxerol<br />
Glutinol<br />
beta-Amyrin<br />
Lupeol<br />
alpha-Amyrin<br />
Friedelin<br />
Betulin<br />
Oleanolsäure<br />
Betulinsäure<br />
Betulinaldeyd<br />
Ursolsäure<br />
Abb. 6.1.10: Verteilungsmuster <strong>der</strong> a) n-Alkane und b) pentacyclischen Triterpenoide in <strong>der</strong><br />
Basistorfprobe an <strong>der</strong> Oberfläche des Benser Watts.<br />
Lässt sich das Vorkommen von Betulin, Lupeol und Glutinol noch mit den in <strong>der</strong> botanischen<br />
Großrestanalyse identifizierten Resten von Birken o<strong>der</strong> Erlen erklären, ist ein pflanzlicher<br />
Ursprung für die Oleanolsäure und Ursolsäure nicht erkennbar. Durch das Vorkommen von<br />
Glutinol, das bisher ausschließlich in <strong>der</strong> Schwarzerle (Alnus glutinosa), nicht aber in <strong>der</strong><br />
Moorbirke (Betula pubescens) nachzuweisen ist, erhält man einen Hinweis auf die<br />
ursprüngliche Vegetationsverteilung des eingetragenen Bruchwaldtorfmaterials. Es muss sich<br />
dabei also um einen Bruchwald mit einer klaren Dominanz <strong>der</strong> Schwarzerle gehandelt haben.<br />
Unterstützt wird diese Vermutung durch das Vorkommen von Taraxerol, das ebenfalls<br />
signifikanter Bestandteil <strong>der</strong> Lipidfraktion <strong>der</strong> Schwarzerle (Alnus glutinosa) ist und nicht in<br />
<strong>der</strong> Moorbirke identifiziert wurde (vergl. Abb. 5.4.2 und 5.4.3). Die Triterpenoidsäuren<br />
Ursolsäure und Oleanolsäure sind für die Vegetationsgemeinschaften <strong>der</strong> Hochmoore<br />
charakteristische Verbindungen und treten in fast allen Spezies auf. Das breite Spektrum ihrer<br />
Verbreitung lässt eine weitere Eingrenzung des pflanzlichen Ursprungs nicht zu, deutet aber<br />
auf einen zusätzlichen Eintrag hochmoorartiger Vegetation hin.<br />
Da sich in <strong>der</strong> botanischen Großrestanalyse keinerlei Hinweise auf eine am Ort <strong>der</strong><br />
Ablagerung gewachsene Hochmoorvegetation finden lassen, ist davon auszugehen, dass es<br />
sich bei den geochemisch nachgewiesenen Lipiden typischer Hochmoorvegetation um<br />
eingeschwemmtes, vielleicht älteres und aus diesem Grund vollständig zersetztes Material<br />
erodierter Hochmoortorfe handelt. Durch die geochemische Analyse lassen sich auf<br />
molekularer Ebene somit auch Hinweise auf Vegetationsgemeinschaften finden, wenn <strong>der</strong>en<br />
Pflanzenreste sich durch zu starke Verdünnung o<strong>der</strong> Zersetzung einer botanisch-<br />
taxonomischen Bestimmung entziehen.<br />
146
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
●<br />
Verdrifteter Torf Baltrum (BT1)<br />
Die verdriftete Probe BT1 ist ein stark abgerundetes Stück Torf aus dem Rückseitenwatt <strong>der</strong><br />
Insel Baltrum, die freundlicherweise von Herrn Axel Heinze (Heimatmuseum Esens) zur<br />
Verfügung gestellt wurde. Aufgrund <strong>der</strong> beson<strong>der</strong>s starken Kompaktion hat diese Probe<br />
seinen Ursprung offensichtlich in tieferen Sedimentschichten und könnte so evtl. den Rest<br />
eines erodierten Basistorfs darstellen. Da auch die pflanzliche Zusammensetzung durch einen<br />
offensichtlich hohen Zersetzungsgrad nicht erkennbar war und auch die charakteristischen,<br />
beson<strong>der</strong>s stabilen Reste von Schilfrhizomen fehlten, wurde neben <strong>der</strong> geochemischen<br />
Analyse sowohl eine botanische Großrestanalyse als auch eine Altersdatierung durchgeführt.<br />
Das konventionelle 14 C-Alter dieser Probe beträgt 6890 ± 40 [J.v.1950] und entspricht einem<br />
kalibrierten Zeitintervall von 5841 bis 5707 BC. Damit stammt die Torfprobe aus dem<br />
Atlantikum (mittlere Wärmezeit) und ist wesentlich älter als das Torfmaterial in den<br />
Bohrkernen Ostbense (OB1-3), <strong>der</strong>en untere Torfschichten ein maximales 14 C-Alter von etwa<br />
3000 Jahren haben und daher zu den eingeschalteten (schwimmenden) Torflagen gehören.<br />
Da die Basistorfbildung in Küstennähe vor etwa 4800 J.v.H. abgeschlossen war<br />
(Sindowski, 1970), scheint es sich bei <strong>der</strong> Probe BT1 um einen erodierten Basaltorf zu<br />
handeln. Für einen transgressiven, eingeschalteten Torf aus dem Untersuchungsgebiet weist<br />
die Probe ein zu hohes Alter auf. Die Probe BT1 scheint demnach tatsächlich aus einer<br />
größeren Teufe zu stammen. Die damit verbundene höhere Auflast erklärt auch die stärkere<br />
Kompaktion <strong>der</strong> Probe. Die botanische Großrestanalyse charakterisiert die Probe als einen<br />
stark zersetzten (H = 8) Nie<strong>der</strong>moortorf, <strong>der</strong> sich aus <strong>der</strong> Ablagerung krautiger Pflanzen und<br />
von Gräserresten gebildet hat. An weiteren Geweberesten sind nur noch wenige Wurzeln und<br />
Rhizome von Schilfrohr und ausschließlich verkohlte (vermutlich verbrannte) Reste von<br />
Erlenholz und Erlenrinde (Alnus glutinosa) identifiziert worden. Dagegen sind die Samenund<br />
Fruchtfragmente <strong>der</strong> krautigen Pflanzen und Gräser wesentlich vielfältiger<br />
zusammengesetzt. Die wichtigsten Vertreter dieser Vegetationsgemeinschaften sind<br />
Wasserminze (Mentha aquatica), Rohrkolben (Typha latifolia) und Ufer-Wolfstrapp (Lycopus<br />
europaeus). Eine vollständige Aufzählung findet sich im Anhang in Tab. 9.3.3.<br />
Die geochemische Analyse liefert ein n-Alkanverteilungsmuster (Abb. 6.1.11) mit<br />
dem für Nie<strong>der</strong>moortorfe charakteristischen unimodalen Maximum beim Nonacosan (n-C 29 ).<br />
Ein TOC-Gehalt von 26,9% und ein C/N-Verhältnis von 23 weisen bereits auf eine unter<br />
guter Nährstoffversorgung entstandene Torfablagerung hin. Der Schilftorfindikator (PPI =<br />
2,2%) zeigt mit einem Wert deutlich unter 5% keinen signifikanten Schilfeintrag an,<br />
147
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
und aufgrund <strong>der</strong> Abwesenheit pentacyclischer<br />
Triterpenoide in <strong>der</strong> Probe lässt sich sowohl ein Eintrag<br />
von Bruchwald- als auch von Hochmoorvegetation<br />
sicher ausschließen. Eine weitere Differenzierung<br />
innerhalb <strong>der</strong> Nie<strong>der</strong>moorvegetation allein durch<br />
geochemische Methoden ist aus Mangel an<br />
chemotaxonomisch verwertbaren Verbindungen nicht<br />
möglich.<br />
10<br />
8<br />
6<br />
4<br />
2<br />
Verdrifteter Torf (BT1)<br />
(Baltrum)<br />
PPI = 2,2%<br />
AVI = 2,1<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
Anzahl <strong>der</strong> C-Atome<br />
Abb. 6.1.11: n-Alkanverteilungsmuster<br />
<strong>der</strong> Torfprobe BT1.<br />
6.2 CHEMOTAXONOMISCHE CHARAKTERISIERUNG WEITERER<br />
SEDIMENTABLAGERUNGEN IM UNTERSUCHUNGSGEBIET<br />
Basierend auf den Ergebnissen über die Lipidzusammensetzung regionaler torfbilden<strong>der</strong><br />
Pflanzen und <strong>der</strong> Evaluierung geochemischer Parameter erfolgt an weiteren Proben aus dem<br />
Untersuchungsgebiet eine Faziescharakterisierung ausschließlich auf Basis <strong>der</strong> organischgeochemischen<br />
Analyse.<br />
6.2.1 BOHRUNG BENSERSIEL (BNS1 0-150 cm)<br />
Ziel <strong>der</strong> Bohrung im Rückseitenwatt nahe <strong>der</strong> Ortschaft Bensersiel war es, ein Sedimentprofil<br />
zu erhalten, das möglicht die gesamte nacheiszeitliche Sedimentation umfasst. In Bereichen<br />
des heutigen Wattenmeeres, die relativ dicht bis an den festländischen Geestkörper reichen,<br />
ist die holozäne Sedimentation von nur geringer Mächtigkeit und kann daher auch mit<br />
einfachem Bohrgerät durchteuft werden. Die geochemische Analyse des pleistozänen<br />
Untergrunds kann wichtige Informationen über mögliche Kohlenstoffquellen zu dieser Zeit<br />
geben. Darüber hinaus kann es insbeson<strong>der</strong>e durch Wan<strong>der</strong>ung <strong>der</strong> Entwässerungspriele und<br />
die damit verbundene Sedimentumlagerung zu einem Eintrag pleistozäner Sedimente in<br />
nacheiszeitlichen Ablagerungen kommen, die dann anhand ihrer Lipidzusammensetzung<br />
erkennbar werden.<br />
Der Bohrkern Bensersiel (BNS1 0-150 cm) ist für die geochemische Analyse in<br />
insgesamt dreizehn visuell unterscheidbare Sedimentabschnitte eingeteilt worden. Anhand <strong>der</strong><br />
n-Alkanverteilung lassen sich dabei drei verschiedene Grundmuster erkennen (Abb. 6.2.1).<br />
148
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
0<br />
50<br />
100<br />
150 cm<br />
BNS 1 (0-150 cm)<br />
14 C-Alter<br />
2720 ± 60 BP<br />
δ 13 C = -27,16‰<br />
δ 13 C = -27,06‰<br />
δ 13 C = -27,35‰<br />
δ 13 C = -27,72‰<br />
δ 13 C = -27,39‰<br />
δ 13 C = -27,31‰<br />
δ 13 C = -28,38‰<br />
}<br />
}<br />
6965 ± 40 BP<br />
}<br />
δ 13 C = -25,78‰<br />
6965 ± 40 BP<br />
δ 13 C = -27,19‰<br />
10540 ± 100 BP<br />
TOC = 21,6% C/N = 22 AVI = 1,7<br />
PPI = 15,8%<br />
}<br />
}<br />
}<br />
}<br />
}<br />
C/N = 40<br />
PPI = 7,3%<br />
}<br />
}<br />
}<br />
δ 13 C = -26,57‰<br />
δ 13 C = -27,29‰<br />
δ 13 C = -26,46‰<br />
δ 13 C = -26,57‰<br />
TOC = 31,8%<br />
C/N = 22<br />
TOC = 23,4%<br />
C/N = 21<br />
AVI = 1,6<br />
PPI = 15,3%<br />
TOC = 19,2%<br />
C/N = 21<br />
AVI = 1,7<br />
PPI = 12,9%<br />
TOC = 17,5%<br />
C/N = 21<br />
AVI = 1,4<br />
TOC = 24,4%<br />
AVI = 1,7<br />
TOC = 9,6%<br />
AVI = 0,4<br />
PPI = 11,2%<br />
C/N = 19<br />
PPI = 9,3%<br />
}<br />
TOC = 1,2%<br />
C/N = n.b.<br />
AVI = 0,7<br />
TOC = 0,5%<br />
AVI = 0,4<br />
TOC = 0,1%<br />
AVI = 0,5<br />
TOC = 0,5%<br />
AVI = 0,3<br />
TOC = 0,1%<br />
AVI = 0,5<br />
PPI = 6,3%<br />
C/N = 17<br />
PPI = 2,8%<br />
C/N = 2,5<br />
PPI = 4,9%<br />
C/N = 12<br />
PPI = 1,8%<br />
C/N = 10<br />
PPI = 2,7%<br />
AVI = 1,9<br />
PPI = 14,3%<br />
µg/g [TOC]<br />
35<br />
30<br />
25<br />
20<br />
15<br />
10<br />
5<br />
n-Alkane<br />
BNS 1 (Typ 1)<br />
0<br />
17 19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
35<br />
30<br />
25<br />
20<br />
15<br />
10<br />
5<br />
BNS 1 (Typ 2)<br />
0<br />
17 19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
60<br />
50<br />
40<br />
30<br />
20<br />
10<br />
BNS 1 (Typ 3)<br />
0<br />
17 19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
Anzahl <strong>der</strong> C-Atome<br />
µg/g [TOC]<br />
1000<br />
800<br />
600<br />
400<br />
200<br />
0<br />
700<br />
600<br />
500<br />
400<br />
300<br />
200<br />
100<br />
0<br />
5000<br />
4000<br />
3000<br />
2000<br />
1000<br />
0<br />
500<br />
400<br />
300<br />
200<br />
100<br />
0<br />
700<br />
600<br />
500<br />
400<br />
300<br />
200<br />
100<br />
0<br />
Triterpenoide<br />
BNS 1 (58-74 cm)<br />
BPI = 11,5%<br />
Taraxerenon<br />
U10 U10<br />
Taraxerol Taraxerol<br />
beta-Amyrin<br />
beta-Amyrin<br />
Lupeol Lupeol<br />
Friedelin Friedelin<br />
Uvaol Uvaol<br />
Betulin Betulin<br />
Oleanolsäure<br />
Oleanolsäure<br />
Betulinsäure<br />
Betulinsäure<br />
BNS 1 (98-112 cm)<br />
BPI = 9,3%<br />
Taraxerenon<br />
U10<br />
Taraxerol<br />
beta-Amyrin<br />
Lupeol<br />
Friedelin<br />
Uvaol<br />
Betulin<br />
Oleanolsäure<br />
Betulinsäure<br />
BNS 1 (112-120 cm)<br />
BPI = 2,9%<br />
Taraxerenon<br />
U10<br />
Taraxerol<br />
beta-Amyrin<br />
Lupeol<br />
Friedelin<br />
Uvaol<br />
Betulin<br />
Oleanolsäure<br />
Betulinsäure<br />
BNS 1 (120-135 cm)<br />
BPI = 23,9%<br />
BNS 1 (135-150 cm)<br />
WPI = 72,5%<br />
Taraxerenon<br />
U10<br />
Taraxerol<br />
beta-Amyrin<br />
Lupeol<br />
Friedelin<br />
Uvaol<br />
Betulin<br />
Oleanolsäure<br />
Betulinsäure<br />
BPI = 2,1%<br />
WPI = 32,9%<br />
WPI = 7,0%<br />
WPI = 24,0%<br />
WPI = 16,1%<br />
Taraxerenon<br />
U10<br />
Taraxerol<br />
beta-Amyrin<br />
Lupeol<br />
Friedelin<br />
Uvaol Uvaol<br />
Betulin Betulin<br />
Oleanolsäure<br />
Oleanolsäure<br />
Betulinsäure<br />
Betulinsäure<br />
Abb. 6.2.1: Verteilungsmuster <strong>der</strong> n-Alkane und Triterpenoide im Sedimentkern Bensersiel 1<br />
(BNS1 0-150 cm) und daraus abgeleitete Parameter.<br />
149
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
Die oberen sieben Sedimentabschnitte im Teufenintervall von 0-58 cm weisen ein<br />
einheitliches n-Alkanverteilungsmuster auf, wie es für reine Schilftorfe charakteristisch ist<br />
(Abb. 6.2.1). Beson<strong>der</strong>s die Anreicherung des Tetracosans (n-C 24 ) ist sehr deutlich<br />
ausgeprägt. Der daraus abgeleitete Schilftorfindikator (PPI) erreicht mit 9,3% (BNS1 50-58<br />
cm) bis 15,8% (BNS1 1-5 cm) außergewöhnlich hohe Werte, die darüber hinaus noch eine<br />
Anreicherung dieser Verbindung gegenüber den Gehalten in rezenten Schilfrhizomen und<br />
mäßig zersetzten Schilftorfen wi<strong>der</strong>spiegeln (Köller, 2002). Dies kann als ein Hinweis auf<br />
einen höheren Zersetzungsgrad des abgelagerten Materials interpretiert werden, <strong>der</strong> den<br />
ungünstigen Erhaltungsbedingungen für pflanzliche Biomasse in den Nie<strong>der</strong>mooren<br />
entspricht. Die einheitlich „engen“ C/N-Verhältnisse zwischen 19 und 22 in diesem<br />
Teufenabschnitt sprechen ebenfalls für eine Ablagerung, die unter guter Nährstoffversorgung<br />
<strong>der</strong> torfbildenden Vegetation stattgefunden hat. Pentacyclische Triterpenoide sind in den<br />
oberen Sedimentabschnitten nur vereinzelt und in geringen Gehalten nachweisbar. Die<br />
Oberflächenprobe BNS1 (1-5 cm) enthält als einziges Triterpenoid Taraxerol (15,6 µg/g<br />
TOC), während die sich anschließenden Teufenabschnitte BNS1 (5-10 cm), BNS1 (10-20<br />
cm), BNS1 (20-30 cm) und BNS1 (30-40 cm) keine Triterpenoide enthalten und deshalb<br />
ebenso mit hoher Sicherheit auf <strong>der</strong> Basis des charakteristischen n-Alkanverteilungsmusters<br />
als reine Schilftorfe klassifiziert werden können. In den folgenden Teufenintervallen sind mit<br />
89,9µg/g TOC Friedelin (BNS1 40-50 cm) bzw. 19,0 µg/g TOC Taraxerol (BNS1 50-58 cm)<br />
ebenfalls nur geringe Mengen an Triterpenoiden detektierbar.<br />
Das vereinzelte Vorkommen geringer Mengen pentacyclischer Triterpenoide ist<br />
bereits für zahlreiche weitere Schilftorfe aus dem Wattenmeer beschrieben worden<br />
(Wöstmann, 1999; Köller, 2002) und wird als vereinzelte Einschwemmung o<strong>der</strong> Einwehung<br />
hochmoor- o<strong>der</strong> bruchwaldartiger Pflanzen während <strong>der</strong> Torfbildung/Ablagerung betrachtet.<br />
Aufgrund <strong>der</strong> großen Bandbreite und <strong>der</strong> fehlenden Systematik <strong>der</strong> Vorkommen einzelner<br />
Triterpenoide kann ein biogener Eintrag aus dem Vegetationskomplex <strong>der</strong> Schilfröhrichte<br />
ausgeschlossen werden.<br />
Im Sedimentationsabschnitt ab 58 cm Teufe (BNS1 58-74 cm) än<strong>der</strong>t sich das<br />
n-Alkanverteilungsmuster signifikant. Der n-Alkan-Vegetations-Indikator (AVI = 0,4) weist<br />
mit einem deutlich unter eins liegenden Wert bereits auf die deutliche Verschiebung <strong>der</strong><br />
Bevorzugung zu längerkettigen Homologen hin. Das unimodale Maximum beim Tritriacontan<br />
(n-C 33 ) entspricht dem typischer Hochmoorvegetation. Das „weite“ C/N-Verhältnis deutet<br />
ebenfalls auf eine an Stickstoffmangel angepasste Vegetation hin, wie sie in Hochmooren<br />
vorkommt. Auf <strong>der</strong> Basis <strong>der</strong> ermittelten Lipidzusammensetzung torfbilden<strong>der</strong> Pflanzen ist<br />
150
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
eine ähnliche n-Alkanverteilung nur in den Wurzeln <strong>der</strong> Besenheide (Calluna vulgaris)<br />
nachgewiesen worden (vergl. Abb. 5.3.9). Die n-Alkanverteilung in dieser Probe wird<br />
zusätzlich noch von einem zweiten Muster überprägt, das durch den erhöhten Wert des<br />
Schilftorf-Indikators (PPI = 7,6%) deutlich angezeigt wird. Demnach enthält das relativ stark<br />
mit klastischem Material verdünnte Sediment (TOC = 9,6%) einen deutlich nachweisbaren<br />
Schilfanteil in seinem organischen Material. Das Verteilungsmuster <strong>der</strong> Triterpenoide enthält<br />
mit Friedelin eine hochmoortypische Verbindung, die fast ausschließlich in den Stängeln und<br />
Wurzeln <strong>der</strong> Besenheide (Calluna vulgaris) vorkommt und aufgrund <strong>der</strong> Übereinstimmung<br />
mit dem n-Alkanverteilungsmuster dieser pflanzlichen Quelle zugeordnet werden kann.<br />
Dominiert wird dieser Sedimentabschnitt allerdings durch Triterpenoide, die eindeutig<br />
<strong>der</strong> Bruchwaldvegetation zugeordnet werden können (WPI = 72,5%). Betulin, Betulinsäure<br />
und Lupeol sind indikativ für den Eintrag von Betulaceen wie z.B. <strong>der</strong> Moorbirke o<strong>der</strong> <strong>der</strong><br />
Schwarzerle. Die scheinbare Diskrepanz zwischen dem hochmoorartigen n-Alkanverteilungsmuster<br />
und <strong>der</strong> Anwesenheit großer Mengen bruchwaldtypischer Triterpenoide<br />
erklärt sich aus <strong>der</strong> Tatsache, dass Bruchwaldvegetation nur in Form triterpenoidreicher<br />
Rinden- und Holzreste in Torfen erhalten bleibt, diese aber nur geringe Mengen an n-Alkanen<br />
enthalten und folglich kaum das Gesamtsignal einer Probe beeinflussen können. Schon<br />
geringe Mengen hochmoorartiger Vegetation kann das n-Alkanverteilungsmuster nachhaltig<br />
überprägen. Da die Gehalte <strong>der</strong> Triterpenoide in den Pflanzenteilen mit dem höchsten<br />
Erhaltungspotential (Wurzeln bzw. Rinde und Holz) in etwa ausgeglichen ist, kann hier eher<br />
eine Abschätzung <strong>der</strong> Anteile hochmoorartiger Vegetation und des Bruchwaldeintrags in <strong>der</strong><br />
Probe erfolgen. Demnach ist <strong>der</strong> Anteil <strong>der</strong> Bruchwaldvegetation in Form von Birkengewächsen<br />
(Betulaceae) deutlich höher als <strong>der</strong> Anteil von hochmoorartiger Vegetation wie<br />
z.B. <strong>der</strong> Besenheide (Calluna vulgaris). Zusätzlich enthält die Probe einen signifikanten<br />
Anteil an organischem Material aus Schilfpflanzen (Phragmites australis).<br />
Ein identisches n-Alkanverteilungsmuster enthält <strong>der</strong> Sedimentabschnitt BNS1 (74-98<br />
cm), das infolge noch stärkerer Verdünnung durch Wattsediment (TOC = 1,2%) allerdings<br />
weniger deutlich ausgeprägt ist. Der Schilftorfindikator (PPI = 6,3%) zeigt einen messbaren<br />
Anteil von Schilfpflanzen am organischen Material an. Pentacyclische Triterpenoide sind nur<br />
in <strong>der</strong> Form von Taraxerol (350 µg/g TOC) und Taraxerenon (677 µg/g TOC) vorhanden. Als<br />
Bestandteil vieler Pflanzen ist das chemotaxonomische Potential bei<strong>der</strong> Verbindungen alleine<br />
als gering einzustufen. Da Taraxerol und das entsprechende Keton auch Bestandteile <strong>der</strong><br />
Erlenrinde sind, erscheint ein Eintrag aus einer Bruchwaldvegetationsgemeinschaft am<br />
wahrscheinlichsten, da typische Hochmoortriterpenoide in diesem Sedimentabschnitt fehlen.<br />
151
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
Die Teufenintervalle von 78 cm bis zur unteren Begrenzung des Bohrkerns BNS1 in<br />
150 cm Teufe repräsentieren das dritte Grundmuster in <strong>der</strong> Lipidzusammensetzung. Die sehr<br />
niedrigen TOC-Gehalte von 0,1% bis maximal 0,5% deuten auf reine klastische<br />
Wattablagerungen ohne signifikanten Eintrag terrestrischer Biomasse hin. Bei <strong>der</strong><br />
stratigraphischen Beschreibung <strong>der</strong> Proben sind keine Pflanzen- o<strong>der</strong> Torfreste visuell<br />
erkennbar gewesen. Aufgrund <strong>der</strong> niedrigen Elementgehalte sind die berechneten C/N-<br />
Verhältnisse mit größeren Fehlern behaftet und haben deshalb nur eine eingeschränkte<br />
Aussagekraft. Dennoch ist durch höhere Probeneinwaagen bei <strong>der</strong> geochemischen<br />
Aufarbeitung ausreichend organisches Material extrahiert worden, welches eine<br />
Charakterisierung des organischen Materials erlaubt.<br />
Die n-Alkanverteilungsmuster <strong>der</strong> vier Sedimentabschnitte BNS1 (98-112 cm), BNS1<br />
(112-120 cm), BNS1 (120-135 cm) und BNS1 (135-150 cm) weisen einheitlich ein<br />
unimodales Maximum beim Hentriacontan (n-C 31 ) auf, wie es für zahlreiche Pflanzen in den<br />
Vegetationsgemeinschaften <strong>der</strong> Hochmoore charakteristisch ist (Abb. 6.2.1). Der n-Alkan-<br />
Vegetations-Indikator (AVI) weist treffend durch Werte 5% für den Anteil des Tetracosans an <strong>der</strong> Fraktion <strong>der</strong> aliphatischen<br />
Kohenwasserstoffe auf einen signifikanten Eintrag von Schilfpflanzen in einer Ablagerung<br />
hin. Dieser Wert wird in keiner Probe des unteren Bohrkernabschnitts überschritten, somit<br />
kann Schilfrohr als Hauptbestandteil des organischen Materials in diesen Sedimentabschnitten<br />
ausgeschlossen werden.<br />
Die Verteilung <strong>der</strong> pentacylischen Triterpenoide entspricht ebenfalls einem<br />
gemeinsamen Grundmuster, allerdings mit wesentlich größeren Schwankungen. Auffällig ist<br />
<strong>der</strong> hohe Anteil an Taraxerenon und Taraxerol, wobei mindestens eine dieser Verbindungen<br />
das Verteilungsmuster in den einzelnen Proben dominiert. Potentielle Quellen dieser<br />
Triterpenoide sind vor allem Hochmoorpflanzen wie die Besenheide (Calluna vulgaris) und<br />
die Moosbeere (Vaccinium oxycoccus), aber auch die Schwarzerle (Alnus glutinosa) enthält in<br />
ihrer Rinde geringe Mengen dieser Verbindungen. Obwohl als nicht pflanzenspezifisch<br />
eingestuft, zeigen diese Verbindungen offenbar eine Verholzung des pflanzlichen Gewebes<br />
an. Die hohen Gehalte an Betulin, Betulinsäure und Lupeol in <strong>der</strong> Probe BNS1 (98-112 cm)<br />
deuten als typische Verbindungen <strong>der</strong> Bruchwaldvegetation auf einen signifikanten Anteil<br />
organischen Materials aus Birkengewächsen (Betulaceae) hin (WPI = 32,9%). Der in dieser<br />
Sedimentschicht detektierte Triterpenoidalkohol Uvaol ist bisher ausschließlich in den<br />
Pflanzenteilen <strong>der</strong> Besenheide (Calluna vulgaris) und in den abgestorbenen Blättern <strong>der</strong><br />
152
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
Moosbeere (Vaccinium oxycoccus) identifiziert worden und scheint hier einen Lipideintrag<br />
aus dieser Hochmoorvegetationsgemeinschaft anzuzeigen. Die eiszeitlichen Sedimentablagerungen<br />
des Pleistozäns werden ab einer Teufe von etwa 112 cm erreicht. Die<br />
Verteilungsmuster <strong>der</strong> Triterpenoide in den Proben entsprechen dabei dem Grundmuster <strong>der</strong><br />
darüber liegenden Schicht (BNS1 98-112 cm) aus <strong>der</strong> frühen und mittleren Warmzeit (Boreal<br />
bzw. älterer Teil des Atlantikums). Allerdings kommt es in diesen Sedimentabschnitten zu<br />
großen Schwankungen in den abgeleiteten Triterpenoid-Parametern WPI und BPI. Während<br />
das Triterpenoidinventar <strong>der</strong> Probe BNS1 (112-120 cm) durch die Dominanz des Taraxerols<br />
und Taraxerenons nur unzureichend von den Parametern abgebildet wird, sind durch das<br />
Vorkommen <strong>der</strong> hochmoortypischen Verbindung Friedelin im Sedimentabschnitt BNS1 (120-<br />
135 cm) die Parameter ausgeglichen und lassen die Verteilungsmuster als ein Mischsignal mit<br />
verän<strong>der</strong>lichen Anteilen hochmoor- und bruchwaldtypischer Triterpenoide erscheinen. Die in<br />
<strong>der</strong> ältesten Probe des Sedimentkerns (BNS1 135-150 cm) erstmalig in einem Sediment<br />
detektierte, unbekannte Verbindung U10 (Massenspektrum siehe Anhang 9.2.1) ist bisher<br />
lediglich als Inhaltsstoff <strong>der</strong> äußeren Rindenschicht <strong>der</strong> Moorbirke (Betula pubescens)<br />
identifiziert worden. Da offenbar eine ausreichende diagenetische Stabilität dieser<br />
Verbindung gegeben ist, kann eine chemotaxonomische Beziehung zwischen den Lipiden <strong>der</strong><br />
Moorbirke (Betula pubescens) und <strong>der</strong> Lipidverteilung dieser Sedimentschicht hergestellt<br />
werden, zumal auch Betulin und Betulinsäure zu den Hauptvertretern <strong>der</strong> pentacyclischen<br />
Triterpenoide in den Rindenextrakten <strong>der</strong> Moorbirke zählen.<br />
Zusammenfassend lassen sich die Lipidverteilungsmuster in den unteren<br />
Sedimentabschnitten als ein Mischsignal hochmoorartiger Pflanzenreste mit einem hohen<br />
Anteil von Bruchwaldvegetationsresten interpretieren. Aufgrund <strong>der</strong> ungünstigen<br />
Erhaltungsbedingungen für die Blätter <strong>der</strong> Baumvegetation fehlt dieses Signal in den Torfen<br />
in Form charakteristischer n-Alkanverteilungsmuster. Die Gehalte an n-Alkanen in Holz,<br />
Rinde und Wurzeln sind zu gering und werden schon von kleinen Beimengungen wie z.B. aus<br />
hochmoorartiger Vegetation überprägt. Dennoch gelingt <strong>der</strong> geochemische Nachweis <strong>der</strong><br />
Bruchwaldvegetation durch hohe Gehalte pentacyclischer Triterpenoide, die beson<strong>der</strong>s in <strong>der</strong><br />
abbauresistenteren Rinde angereichert sind und eine für die Familie <strong>der</strong> Birkengewächse<br />
(Betulaceae) charakteristische Verteilung aufweisen.<br />
Die geochemische Analyse liefert somit auch in kohlenstoffarmen Sedimenten und<br />
Ablagerungen ohne erkennbare pflanzliche Gewebereste interpretierbare<br />
Lipidverteilungsmuster und stellt eine sinnvolle Ergänzung paläobotanischer Methoden dar.<br />
153
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
6.2.2 BOHRUNG NEUHARLINGERSIEL (NHS1 0-60cm)<br />
Der Oberflächenkern aus dem Vorstrandbereich von Neuharlingersiel (Bohrlokation siehe<br />
Abb. 3.3) wurde in 9 Einzelproben aufgeteilt und zeigt in seinen Lipidverteilungsmustern eine<br />
deutliche Beeinflussung durch terrestrisches Landpflanzenmaterial, obwohl über die gesamte<br />
Teufe keine visuell erkennbaren Pflanzen- o<strong>der</strong> Torfreste vorhanden sind (Abb. 6.2.2).<br />
µg/g [TOC]<br />
25<br />
20<br />
15<br />
10<br />
5<br />
0<br />
PPI = 3,4%<br />
NHS1 (1-3 cm)<br />
AVI = 1,3<br />
17 19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
20<br />
15<br />
10<br />
5<br />
0<br />
PPI = 3,7%<br />
NHS1 (31-35 cm)<br />
AVI = 1,4<br />
17 19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
14<br />
12<br />
10<br />
8<br />
6<br />
4<br />
2<br />
0<br />
PPI = 10,8%<br />
NHS1 (51-55 cm)<br />
AVI = 1,8<br />
17 19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
Anzahl Kohlenstoffatome<br />
Abb. 6.2.2: Verteilungsmuster <strong>der</strong> n-Alkane ausgewählter Teufenabschnitte im Sedimentkern<br />
NHS1 (0-60 cm).<br />
Die Verteilungsmuster <strong>der</strong> n-Alkane in den oberen Sedimentschichten (0-50 cm Teufe) zeigen<br />
neben <strong>der</strong> für Landpflanzen typischen ungeradzahligen Bevorzugung ein breites Maximum<br />
<strong>der</strong> langkettigen n-C 27 -, n-C 29 - und n-C 31 -Alkane. Es handelt sich also um ein Mischsignal aus<br />
typischen Hochmoor- und Nie<strong>der</strong>moorelementen, wobei <strong>der</strong> n-Alkanvegetationsindikator<br />
(AVI) mit Werten >1 eindeutig eine Dominanz von eher nie<strong>der</strong>moortypischen Verbindungen<br />
anzeigt. Ein Eintrag von erodiertem Torfmaterial erscheint wahrscheinlich, da aber <strong>der</strong><br />
Schilftorfindikator (PPI) mit Werten deutlich unter 5% keine Anreicherung des Tetracosans<br />
(n-C 24 ) anzeigt, stammt das organische Material in den oberflächennahen Sedimentschichten<br />
(0-50 cm) mit großer Wahrscheinlichkeit nicht aus erodierten Schilftorfen.<br />
Ab einer Teufe von 51 cm än<strong>der</strong>t sich das n-Alkanverteilungsmuster signifikant. Die<br />
Sedimentabschnitte NHS1 (51-55 cm) und NHS1 (55-59 cm) zeigen die für Schilftorfe<br />
charakteristische Anreicherung des Tetracosans (n-C 24 ) mit einer Dominanz <strong>der</strong> n-C 23 - und<br />
n-C 25 -Homologen (Abb. 6.2.2). Das Verteilungsmuster ist identisch mit dem rezenter<br />
Schilfrhizome und weiterer, durch botanische Großrestanalysen als Schilftorfe identifizierter<br />
Proben (vergl. Kern Ostbense 1-3) und erodierten Torfmaterials, das am Strand von<br />
Neuharlingersiel angespült wird (Wöstmann, 2000). Der Eintrag organischen Materials aus<br />
erodierten Schilftorfen in den tieferen Sedimentabschnitten des Bohrkerns NHS1 wird durch<br />
die charakteristische n-Alkanverteilung gut sichtbar.<br />
154
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
µg/g [TOC]<br />
30<br />
25<br />
20<br />
15<br />
10<br />
5<br />
0<br />
NHS1 (15-19 cm)<br />
WPI =47,0 %<br />
Taraxerol<br />
beta-Amyrin<br />
alpha-Amyrin<br />
Lupeol<br />
Lupanol<br />
Betulin<br />
30<br />
25<br />
20<br />
15<br />
10<br />
5<br />
0<br />
NHS1 (47-51 cm)<br />
WPI =46,5 %<br />
Taraxerol<br />
beta-Amyrin<br />
alpha-Amyrin<br />
Lupeol<br />
Lupanol<br />
Betulin<br />
70<br />
60<br />
50<br />
40<br />
30<br />
20<br />
10<br />
0<br />
NHS1 (55-59 cm)<br />
WPI =62,3 %<br />
Taraxerol<br />
beta-Amyrin<br />
alpha-Amyrin<br />
Lupeol<br />
Lupanol<br />
Betulin<br />
Abb. 6.2.3: Verteilungsmuster <strong>der</strong> Triterpenoide in ausgewählten Teufenabschnitten des<br />
Sedimentkern NHS1 (0-60 cm).<br />
In den beiden oberen Sedimentabschnitten (NHS1 0-3 cm und NHS1 7-11 cm) sind keine<br />
pentacyclischen Triterpenoide identifizierbar. Es kann sich also nur um Nie<strong>der</strong>moorpflanzen<br />
bzw. <strong>der</strong>en Torffragmente handeln, da diese keine bedeutende Quelle für pentacyclische<br />
Triterpenoide darstellen. Ein Beitrag sowohl von erodierten Hochmoor- als auch von<br />
Bruchwaldtorfen am organischen Material dieser Wattsedimentschichten kann somit<br />
ausgeschlossen werden.<br />
In den darunter liegenden Kernabschnitten von 11-43 cm Teufe (Proben NHS1 15-19<br />
cm, NHS1 23-27 cm, NHS1 31-35 cm und NHS1 39-43) treten die Triterpenoidalkohole<br />
Taraxerol, Lupeol und vereinzelt β-Amyrin in geringen Mengen auf (Abb. 6.2.3). Lupeol ist<br />
in dieser Studie als Hauptkomponente im Rindenextrakt <strong>der</strong> Moorbirke (Betula pubescens)<br />
identifiziert worden, während Taraxerol und β-Amyrin nicht nur in <strong>der</strong> Rinde <strong>der</strong> Schwarzerle<br />
(Alnus glutinosa), son<strong>der</strong>n auch in zahlreichen Hochmoorpflanzen wie <strong>der</strong> Moosbeere<br />
(Vaccinium oxycoccus) o<strong>der</strong> <strong>der</strong> Besenheide (Calluna vulgaris) vorkommen. Da allerdings<br />
weitere, eindeutig <strong>der</strong> Hochmoorvegetationsgemeinschaft zuzuordnende Triterpenoide wie<br />
Friedelin, Uvaol o<strong>der</strong> Oleanol- und Ursolsäure in den Sedimenten fehlen, scheidet ein Eintrag<br />
von Taraxerol und β-Amyrin aus erodierten Hochmoortorfen aus. Das organische Material <strong>der</strong><br />
oberen Sedimentschichten wird seinen Ursprung in erodierten, nicht von Schilfpflanzen<br />
dominierten Nie<strong>der</strong>moor- und Bruchwaldtorfen haben. Neben Birken und Erlen sind<br />
Rohrkolben (Typha sp.), Seggen (Carex sp.) o<strong>der</strong> Binsen (Juncus sp.) eine mögliche<br />
Ursprungsvegetation in einem sich in <strong>der</strong> Verlandung befindlichen Nie<strong>der</strong>moor.<br />
Der im Sedimentabschnitt 47-51 cm identifizierte Triterpenoidalkohol Lupanol wurde<br />
bisher in keiner <strong>der</strong> untersuchten Pflanzen nachgewiesen. Auch wurde Lupanol nicht als<br />
Inhaltsstoff einer torfbildenden Pflanze identifiziert. Daher ist wahrscheinlich von einer<br />
diagenetischen Bildung auszugehen. Lupanol könnte durch Reduktion (Hydrierung) aus<br />
155
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
Lupeol entstanden sein, das in vielen torfbildenden Pflanzen in hoher Konzentration<br />
vorhanden ist (Abb. 6.2.4).<br />
H<br />
H<br />
H<br />
CH 2 OH<br />
Oxidation<br />
H<br />
CHO<br />
HO<br />
H<br />
Betulin<br />
Reduktion<br />
HO<br />
H<br />
Betulinaldehyd<br />
Defunktionalisierung<br />
Defunktionalisierung<br />
H<br />
H<br />
CH 3<br />
Hydrierung<br />
H<br />
H<br />
CH 3<br />
HO<br />
H<br />
Lupeol<br />
Dehydrierung<br />
HO<br />
H<br />
H<br />
Lupanol<br />
Oxidation<br />
Reduktion<br />
Oxidation<br />
Reduktion<br />
H<br />
H<br />
CH 3<br />
Hydrierung<br />
H<br />
H<br />
CH 3<br />
O<br />
H<br />
Lupenon<br />
Dehydrierung<br />
O<br />
H<br />
H<br />
Lupanon<br />
Abb. 6.2.4: Mögliche Diagenesewege ausgesuchter Lupan<strong>der</strong>ivate.<br />
Abgesehen von dieser einfachen Reduktion wurden keine Hinweise darauf gefunden,<br />
dass sauer katalysierte Gerüstumlagerungen <strong>der</strong> Triterpenoide den Vergleich zwischen<br />
rezenten Pflanzen und Sedimenten o<strong>der</strong> Torfen erschweren könnten. Die Torfe enthalten zum<br />
Beispiel erheblichen Menge von Lupeol und Betulin, die nicht zu Derivaten <strong>der</strong> Oleananreihe<br />
isomerisiert sind, wie es von Rullkötter et al. (1994) in tiefer versenkten Sedimenten <strong>der</strong><br />
Baffin Bay gefunden wurde.<br />
Im untersten Sedimentabschnitt (55-59 cm) wurde kein Lupanol gefunden. Stattdessen<br />
wurde neben Taraxerol und Lupeol ein deutlich erhöhter Gehalt an Betulin festgestellt. Die<br />
vor allem in den Rinden <strong>der</strong> Birkengewächse (Gattung Betulaceae: Birkenarten, Betula sp.,<br />
und Erlenarten, Alnus sp.) vorkommende Verbindung (Hegnauer, 1962) findet sich zumeist in<br />
Bruchwaldtorfen als sogenanntes „Holztriterpenoid“ angereichert. Anhand <strong>der</strong> hohen Gehalte<br />
an Betulin und einer sich von den oberen Sedimentkernabschnitten stark unterscheidenden<br />
n-Alkanverteilung wird hier ein Wechsel <strong>der</strong> Art des eingetragenen organischen Materials<br />
sichtbar. Die n-Alkanverteilung und die Verteilung <strong>der</strong> Triterpenoide sprechen für den Eintrag<br />
156
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
eines Übergangsmoortorfs aus einem verlandeten, mit Birken bewachsenen Nie<strong>der</strong>moor mit<br />
hohem Schilfanteil.<br />
Die Ergebnisse <strong>der</strong> geochemischen Analyse belegen auch in diesem visuell von<br />
Pflanzen- und Torfresten freien Sedimentprofil den hohen Anteil des terrigenen organischen<br />
Materials im Wattsediment und unterstreicht somit die große Bedeutung erodierter Torfe als<br />
Kohlenstoffquelle im Wattenmeer.<br />
6.2.3 LIPIDZUSAMMENSETZUNG IN DEN SEDIMENTEN ÖSTLICH VON<br />
NEUHARINGERSIEL<br />
In Zusammenarbeit mit <strong>der</strong> DFG-Forschergruppe BioGeoChemie des Watts erfolgte eine<br />
Probennahme im Spiekerooger Rückseitenwatt, bei <strong>der</strong> im Zuge eines Nord-Süd-Transekts<br />
Sedimentkerne auf dem Neuharlingersieler Nacken und auf <strong>der</strong> Gröninger Plate erbohrt<br />
wurden (Abb. 3.3). In drei Kernabschnitten <strong>der</strong> Bohrung Neuharlingersieler Nacken (NHS-N;<br />
53°43,270 N; 07°43,718 E) ließen sich Torffragmente visuell erkennen. In <strong>der</strong> Bohrung<br />
Gröninger Plate (GP1; 53°43,638 N; 07°45,960 E) enthielt nur ein Kernabschnitt erkennbare<br />
Torfpartikel. Die jeweiligen Kernabschnitte wurden geochemisch analysiert.<br />
Die vier torfhaltigen Sedimentproben aus den Bohrkernen Neuharingersieler Nacken<br />
(NHS-N) und Gröninger Plate (GP) decken den Bereich östlich von Neuharlingersiel ab und<br />
vervollständigen den Überblick über das Lipidinventar <strong>der</strong> Sedimente im Spiekerooger<br />
Rückseitenwatt (Abb. 6.2.5).<br />
Die n-Alkanverteilungsmuster <strong>der</strong> Proben aus <strong>der</strong> Bohrung auf dem Neuharlingersieler<br />
Nacken zeigen im obersten torfpartikelhaltigen Bohrkernabschnitt (NHS-N 250-255 cm) ein<br />
für Nie<strong>der</strong>moorvegetation charakteristisches Verteilungsmuster (AVI >1) mit einem<br />
unimodalen Maximum beim Nonacosan (n-C 29 ). Ein nicht signifikant erhöhter Wert für den<br />
Schilftorfindikator (PPI < 5%) deutet auf die Abwesenheit o<strong>der</strong> einen nur geringen Anteil von<br />
Schilftorf an den erodierten Torfpartikeln in dieser Sedimentschicht. Der hohe Gehalt und die<br />
Anreicherung bruchwaldtypischer Triterpenoide (WPI = 55%) deuten mit ihrem Verteilungsmuster<br />
auf den Eintrag von Birkengewächen (Betulaceae) hin. Da die in hoher Konzentration<br />
detektierte unbekannte Verbindung U55 bisher keiner pflanzlichen Quelle zugeordnet werden<br />
konnte, ist ein chemotaxonomisches Potential bisher nicht erkennbar. Die in dieser<br />
Sedimentschicht angereicherten Torfpartikel sind auf <strong>der</strong> Basis <strong>der</strong> geochemischen Analyse<br />
einem schilffreien Übergangsmoor-Bruchwaldtorf zuzuordnen.<br />
157
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
2000<br />
NHS-N1 (250-255 cm)<br />
2500<br />
NHS-N1 (280-285 cm)<br />
1000<br />
NHS-N1 (440-445 cm)<br />
µg/gTOC gTOC<br />
1500<br />
1000<br />
PPI = 4,4%<br />
AVI = 1,4<br />
2000<br />
1500<br />
1000<br />
PPI = 6,9%<br />
AVI = 1,6<br />
500<br />
PPI = 3,3%<br />
AVI = 1,5<br />
500<br />
500<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
Anzahl C-Atome<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
µg/ g TO<br />
C<br />
µg/gTOC<br />
600<br />
500<br />
400<br />
300<br />
200<br />
100<br />
0<br />
Taraxerol<br />
beta-Amyrin<br />
Lupeol<br />
3500<br />
3000<br />
2500<br />
2000<br />
1500<br />
1000<br />
500<br />
BPI = 0%<br />
PPI = 2,5%<br />
NHS-N1 (250-255 cm)<br />
AVI = 1,0 WPI = 55,0%<br />
U25<br />
alpha-Amyrin<br />
U29<br />
U56<br />
Uvaol<br />
U55<br />
Betulin<br />
Oleanolsäure<br />
Betulinsäure<br />
Betulinaldeyd<br />
Friedelin<br />
GP1 (375-380 cm)<br />
Ursolsäure<br />
800<br />
700<br />
600<br />
500<br />
400<br />
300<br />
200<br />
100<br />
0<br />
Taraxerol<br />
beta-Amyrin<br />
Lupeol<br />
5000<br />
4000<br />
3000<br />
2000<br />
1000<br />
NHS-N1 (280-285 cm)<br />
BPI = 22,0%<br />
BPI = 3,2%<br />
U25<br />
alpha-Amyrin<br />
WPI = 29,7%<br />
U29<br />
U56<br />
Uvaol<br />
U55<br />
Betulin<br />
Oleanolsäure<br />
Betulinsäure<br />
Betulinaldeyd<br />
Ursolsäure<br />
Friedelin<br />
GP1 (375-380 cm)<br />
WPI = 44,6%<br />
700<br />
600<br />
500<br />
400<br />
300<br />
200<br />
100<br />
0<br />
Taraxerol<br />
beta-Amyrin<br />
Lupeol<br />
alpha-Amyrin<br />
U25<br />
NHS-N1 (440-445 cm)<br />
BPI = 2,2%<br />
WPI = 22,2%<br />
U29<br />
U56<br />
Uvaol<br />
U55<br />
Betulin<br />
Oleanolsäure<br />
Betulinsäure<br />
Betulinaldeyd<br />
Ursolsäure<br />
Friedelin<br />
0<br />
19 21 23 25 27 29 31 33 35<br />
Anzahl C-Atome<br />
0<br />
Taraxerol<br />
beta-Amyrin<br />
Lupeol<br />
alpha-Amyrin<br />
U25<br />
U29<br />
U56<br />
Uvaol<br />
U55<br />
Betulin<br />
Oleanolsäure<br />
Betulinsäure<br />
Betulinaldeyd<br />
Ursolsäure<br />
Friedelin<br />
Abb. 6.2.5: Verteilungsmuster <strong>der</strong> n-Alkane und <strong>der</strong> pentacyclischen Triterpenoide in den<br />
Sedimentproben <strong>der</strong> Bohrung Neuharlingersieler Nacken (NHS-N) im Vergleich<br />
mit <strong>der</strong> Lipidverteilung in <strong>der</strong> Bohrung Gröninger Plate (GP1).<br />
Im Teufenabschnitt 280-285 cm zeigt das n-Alkanverteilungsmuster mit einem<br />
deutlich erhöhten Wert für den Schilftorfindikator (PPI >5%) den Eintrag von Schilftorfresten<br />
an. Das Grundmuster <strong>der</strong> Triterpenoidverteilung bleibt in diesem Sedimentabschnitt erhalten,<br />
allerdings sind mit α-Amyrin und Oleanolsäure auch Verbindungen typischer Hochmoorvegetation<br />
in geringer Menge vertreten. Der Ursprung und die chemotaxonomische<br />
Bedeutung <strong>der</strong> unbekannten Triterpenoide U55 und U56 ist auf <strong>der</strong> Basis <strong>der</strong> bisher<br />
analysierten Pflanzen nicht erkennbar, sehr wahrscheinlich stammt das organische Material in<br />
diesem Sedimentabschnitt zu einem Großteil von einem erodierten Bruchwaldtorf. Die Reste<br />
eines erodierten Schilftorfs haben einen weiteren signifikanten Anteil am organischen<br />
Material dieser Probe.<br />
158
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
Die in 440-445 cm Teufe angereicherten Torfpartikel entsprechen in ihrer n-Alkanverteilung<br />
dem eines Nie<strong>der</strong>moortorfs ohne größeren Schilftorfanteil. Das Verteilungsmuster<br />
<strong>der</strong> Triterpenoide ist identisch mit dem im Sedimentabschnitt 280-285 cm und erstreckt<br />
ebenfalls in <strong>der</strong> Mehrzahl auf typische Verbindungen waldreicher Übergangsmoore.<br />
Zusammenfassend kann festgestellt werden, dass die Zusammensetzung des<br />
organischen Materials <strong>der</strong> torfhaltigen Sedimente über den gesamten analysierten<br />
Teufenabschnitt relativ homogen ist. Die eingeschwemmten Torfpartikel haben ihren<br />
Ursprung wahrscheinlich in einem größeren Torfvorkommen, welches über einen längeren<br />
Zeitabschnitt erodiert wurde und kontinuierlich Torfpartikel freisetzt hat.<br />
Die Sedimentprobe, die <strong>der</strong> Bohrung auf <strong>der</strong> Gröninger Plate in 375-380 cm Teufe<br />
entnommen wurde (GP1 375-385cm), weist dagegen eine n-Alkanverteilung auf, die einen<br />
deutlichen Eintrag hochmoortypischer Vegetationsreste anzeigt. Das unimodale Maximum<br />
beim Hentriacontan (n-C 31 ) wird von einem niedrigen PPI-Wert begleitet, <strong>der</strong> die<br />
Abwesenheit größerer Mengen erodierter Schilftorfe anzeigt. Auch das Verteilungsmuster <strong>der</strong><br />
pentacyclischen Triterpenoide enthält einen größeren Anteil (BPI = 22%) Verbindungen<br />
hochmoortypischer Vegetationsgemeinschaften. Die Triterpenoide Friedelin, Uvaol, Oleanolsäure<br />
und Ursolsäure sind zum Beispiel in einer nahezu identischen Verteilung Bestandteile in<br />
den Wurzeln <strong>der</strong> Besenheide (Calluna vulgaris, vergl. Abb. 5.4.5). Auch <strong>der</strong> unbekannte<br />
Triterpenoidalkohol U29 (Massenspektrum siehe Anhang 9.2.1) ist in den Wurzeln <strong>der</strong><br />
Besenheide identifiziert worden und gibt einen weiteren Hinweis auf einen Eintrag von<br />
erodiertem Hochmoortorf. Die ebenfalls hohen Gehalte von Lupeol, Betulin und Betulinsäure<br />
weisen auf einen signifikanten Anteil von Bruchwaldtorfen hin, hauptsächlich gebildet aus<br />
Birkengewächsen (Betulaceae) (WPI = 44,6%). Das in diese Sedimentschicht eingeschwemmte<br />
Material stellt demnach eine Mischung aus Bruchwaldtorfresten und<br />
Hochmoortorfresten dar.<br />
6.3 ZUSAMMENFASSENDE STRATIGRAPHISCHE (FAZIELLE)<br />
CHARAKTERISIERUNG HOLOZÄNER SEDIMENTABLAGERUNGEN IM<br />
SPIEKEROOGER RÜCKSEITENWATT<br />
Die holozänen Torfablagerungen in den Rückseitenwatten <strong>der</strong> Ostfriesischen Inseln nehmen<br />
sedimentologisch und stratigraphisch eine Son<strong>der</strong>stellung ein, da es sich bei Torfen um eine<br />
Biofazies und nicht um eine Lithofazies handelt. Ihre Akkumulation ist durch Wachstum<br />
gesteuert, das sehr empfindlich auf verschiedenste Einflüsse wie beispielsweise Klima, aber<br />
159
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
auch Überflutungen durch Salzwasser reagiert. Als Anhaltspunkt kann man bei Mooren von<br />
einer Wachstumsrate von 0,5 mm pro Jahr ausgehen (Succow und Joosten, 2001). Dies macht<br />
deutlich, dass für die Akkumulation von Torf relativ viel Zeit nötig ist. Das bedeutet, dass<br />
Torfe nur an den Kenterpunkten <strong>der</strong> episodischen Meeresspiegelbewegungen, wenn die<br />
Küstenlinienverschiebung entsprechend langsam ist, also beim Wechsel von transgressiver zu<br />
regressiver Phase und umgekehrt entstehen können (Diessel, 1992). Auch bei einer deutlichen<br />
Verlangsamung des Meeresspiegelanstiegs wäre bei entsprechen<strong>der</strong> Sedimentanlieferung ein<br />
Torfwachstum denkbar. Bei einer starken Regression, d.h. einer Absenkung des<br />
Meeresspiegels, würde <strong>der</strong> Grundwasserspiegel entsprechend fallen, und es käme gar nicht<br />
erst zur Moorbildung, son<strong>der</strong>n direkt zu einer Bodenbildung. Bei einem schon existierenden<br />
Moor würde dieses absterben, und es würde ein Zersetzungshorizont im Torf entstehen. Torfe<br />
könnten also nur dort entstehen bzw. existieren, wo <strong>der</strong> Meeresspiegel bzw.<br />
Grundwasserspiegel etwa auf einem Niveau bleibt o<strong>der</strong> nur so langsam ansteigt, dass er nicht<br />
das Moorwachstum übersteigt. Torfe sind demnach an <strong>der</strong> Basis einer Sequenz während eines<br />
Niedrigstand-Systemtraktes o<strong>der</strong> am Top einer Sequenz in einem Hochstand-Systemtrakt zu<br />
erwarten (Bungenstock, 2005). In Abbildung 6.3.1 sind die Profile <strong>der</strong> Bohrkerne Ostbense<br />
(OB1-3) und Bensersiel (BNS1) mit den Datierungsergebnissen ausgewählter Horizonte<br />
abgebildet und werden nachfolgend im Rahmen <strong>der</strong> nacheiszeitlichen Sedimententwicklung<br />
im Untersuchungsgebiet interpretiert.<br />
0<br />
OB1 (0-71cm)<br />
3050 ± 35 BP<br />
OB2 (0-72cm)<br />
OB3 (0-71cm)<br />
0 0 0<br />
BNS1 (0-150cm)<br />
2720 ± 60 BP<br />
2370 ± 25 BP<br />
2835 ± 30 BP<br />
2990 ± 40 BP<br />
2465 ± 30 BP<br />
2990*± 30 BP<br />
75cm<br />
2730 ± 80 BP<br />
6965 ± 40 BP<br />
2635 ± 30 BP<br />
10540 ± 100 BP<br />
3025 ± 45 BP<br />
70cm<br />
70cm 70cm 150cm<br />
Abb. 6.3.1: Profile <strong>der</strong> Bohrkerne Ostbense (OB1-3) und Bensersiel (BNS1) mit den<br />
Datierungsergebnissen ausgewählter Horizonte.<br />
160
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
●<br />
Entstehung und Verbreitung des Basistorfs im Spiekerooger Rückseitenwatt<br />
(transgressive Torfbildung)<br />
Um die erbohrten Profile richtig zu interpretieren und letztendlich den holozänen<br />
Sedimentkörper richtig zu verstehen, ist es notwendig, seine Basisfläche möglichst genau zu<br />
kennen. Transgressive Torfe entstehen landwärts des vordringenden Meeres. Das<br />
Grundwasser steigt mit dem Meeresspiegel und entspricht <strong>der</strong> Höhe des Mittleren<br />
Tidemittelwassers (Behre und Streif, 1980). Durch das steigende Grundwasser wie<strong>der</strong>um<br />
vernässt <strong>der</strong> Untergrund und es kommt zur Bildung von Mooren. Der Torf bildet sich dabei so<br />
lange, wie das Wachstum im Gleichgewicht mit dem Wasserspiegel ist. Steigt <strong>der</strong><br />
Meeresspiegelanstieg schneller, als das Moor wachsen kann, wird es überflutet und ertränkt.<br />
Voraussetzung für die Bildung von transgressiven Torfen ist dabei gleichzeitig, dass die<br />
Sedimentzulieferung aus dem Hinterland durch klastische Sedimente so gering ist, dass die<br />
Moore nicht zerstört werden und wachsen können (Hampson et al., 1999). Dies kann aufgrund<br />
<strong>der</strong> nicht vorhandenen Sedimentfracht aus dem Hinterland durch Flüsse für den vorliegenden<br />
Faziesraum <strong>der</strong> ostfriesischen Küste für jeden Zeitpunkt <strong>der</strong> relevanten<br />
Ablagerungsgeschichte angenommen werden.<br />
Transgressive Torfe sind durch Wurzelhorizonte in terrestrischen Sedimenten im<br />
Liegenden und lagunäre Ablagerungen im Hangenden, auf die marine Sedimente folgen o<strong>der</strong><br />
die durch marine Sedimente erodiert wurden, gekennzeichnet. Bezogen auf das<br />
Küstenholozän liegt an <strong>der</strong> Basis des holozänen Sedimentkörpers, <strong>der</strong> durch die brackische<br />
und schließlich marine Transgression (Streif, 2004) aufgebaut wurde, also ein transgressiver<br />
Torf. Er wird allgemein als Basistorf bezeichnet (Abb. 6.3.2a). Im Lauf <strong>der</strong> holozänen<br />
Transgression ist er entsprechend <strong>der</strong> retrogradierenden Küstenlinie immer weiter landwärts<br />
vorgewachsen und seewärts mit klastischen Sedimenten überlagert worden. Daraus ergibt sich<br />
das unterschiedliche Alter des Basaltorfs, <strong>der</strong> mit zunehmen<strong>der</strong> Höhenlage zum Geestrand hin<br />
deutlich jünger wird.<br />
Die Holozän-Basis wird von einer nach Norden geneigten Geestfläche gebildet, die<br />
von ca. 5 m unter NN auf 10 m unter NN abtaucht. Diese Geestfläche wird durch eine breite,<br />
aus <strong>der</strong> Harlebucht kommende Rinne (Harle-Rinne) in eine West- und eine Osthälfte<br />
zerschnitten. Das bisher einzige bekannte Torfvorkommen in <strong>der</strong> Harlerinne ist ein Basaltorf<br />
in einer Tiefe von 22,5 m unter NN. Es ist <strong>der</strong> wahrscheinlich älteste holozäne Basaltorf im<br />
Rückseitenwatt <strong>der</strong> Insel Spiekeroog und stellt mutmaßlich einen Erosionsrest des in <strong>der</strong><br />
Rinne einst weit verbreiteten spätboreal-frühatlantischen Basaltorfs (ca. 7500 Jahre alt) dar<br />
(Sindowski, 1970).<br />
161
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
Die Probe des erodierten und in Baltrum angespülten Torfs (BT1) scheint aus einer<br />
ähnlich alten transgressiven Torfablagerung weiter westlich des Untersuchungsgebiets zu<br />
stammen.<br />
a)<br />
Spiekeroog<br />
●<br />
Neuharlingersiel<br />
Abb. 6.3.2a: Modellierte Ausbreitung des Basaltorfs (braune Fläche und Bohrungen, die<br />
Basaltorf enthalten) im Rückseitenwatt <strong>der</strong> Insel Spiekeroog auf <strong>der</strong> Basis<br />
flachseismischer Messungen (Bungenstock, 2005).<br />
Der im Rückseitenwatt von Spiekeroog weit verbreitete Basaltorf ist jedoch jünger. Er hat<br />
mittel- bis spätatlantisches Alter (4800 Jahre) und findet sich auf den Flächen zwischen den<br />
tiefen Rinnen. Dieser jüngere Basaltorf zeigt in seinem Profilaufbau einen holzreichen<br />
Erlenbruchwaldtorf an <strong>der</strong> Basis, einen Schilftorf in <strong>der</strong> Mitte und einen schilfdurchwurzelten<br />
Klei im Top, also einen kontinuierlichen Übergang von <strong>der</strong> semiterrestrischen in die marine<br />
Phase (Sindowski, 1970). Dieses Alter wird allerdings von keiner analysierten Probe aus den<br />
Bohrungen Ostbense (OB1-OB3) erreicht, sodass es sich bei den Torflagen eindeutig nicht<br />
um transgressive Basaltorflagen handeln kann, son<strong>der</strong>n ausnahmslos um regressive<br />
Torfeinschaltungen.<br />
Die Oberfläche des jüngeren Basaltorfes liegt durchschnittlich zwischen 5,5 bis 7,0 m<br />
unter NN. Die heutige Torfmächtigkeit schwankt zwischen 0,1 und 1,75 m, liegt jedoch<br />
durchschnittlich bei 0,2 bis 0,5 m (Sindowski, 1970).<br />
162
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
●<br />
Entstehung und Verbreitung <strong>der</strong> eingeschalteten „schwimmenden“ Torfe im<br />
Spiekerooger Rückseitenwatt (regressive Torfbildung)<br />
Bei marinen Regressionen im Sinne von horizontaler Küstenverschiebung dringt das Moor<br />
seewärts vor. Dabei entsteht entlang <strong>der</strong> Küste ein Gebiet, in dem <strong>der</strong> durch die Regression<br />
neu geschaffene terrestrische Ablagerungsraum und das Torfwachstum miteinan<strong>der</strong> im<br />
Gleichgewicht stehen. Eingespülte klastische Sedimente werden entwe<strong>der</strong> um die<br />
Moorflächen verteilt o<strong>der</strong> in Rinnen kanalisiert und an <strong>der</strong> Küste abgelagert, wodurch<br />
wie<strong>der</strong>um neue Flächen für das seewärtige Vordringen <strong>der</strong> Moore geschaffen werden<br />
(Diessel, 1992). Das Torfwachstum wird nach Diessel (1992) meist durch ein erhöhtes<br />
Energieniveau aufgrund fluviatiler Einflüsse von Land her beendet. Bei dem in dieser Arbeit<br />
bearbeiteten Sedimentationsraum kann jedoch davon ausgegangen werden, dass dem<br />
Torfwachstum durch erneute transgressive Prozesse ein Ende gesetzt wurde. Regressive Torfe<br />
wachsen auf Flächen auf, die vormals wasserbedeckt waren. Sie sind also im vorliegenden<br />
Sedimentationsraum dadurch gekennzeichnet, dass im Liegenden lagunäre und marine<br />
Sedimente vorzufinden sind. Sie werden daher in <strong>der</strong> gängigen Nordsee-Literatur als<br />
eingeschaltete o<strong>der</strong> auch schwimmende Torfe bezeichnet (Abb. 6.3.2b).<br />
b)<br />
Spiekeroog<br />
●<br />
Neuharlingersiel<br />
Abb. 6.3.2b: Modellierte Ausbreitung eingeschalteter, so genannten „schwimmen<strong>der</strong> Torfe“<br />
(dunkelgrüne Streckenabschnitte und Bohrlokationen in <strong>der</strong> Abbildung) im<br />
Rückseitenwatt <strong>der</strong> Insel Spiekeroog auf <strong>der</strong> Basis flachseismischer Messungen<br />
(Bungenstock, 2005).<br />
Die sich im Spiekerooger Rückseitenwatt über dem Basaltorf nach oben anschließenden<br />
subborealen Torflagen (Alter ca. 5800-5500 Jahre) stellen die erste flächenhafte<br />
Sedimentfolge des Küsten-Holozäns im Untersuchungsgebiet dar. Sie werden auch als<br />
163
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
„schwimmenden Torfe“ bezeichnet und treten regional etwa zwischen <strong>der</strong> 10 m- und 5 m-<br />
Isobathe <strong>der</strong> Holozän-Basis auf. Die subborealen Torfe wurden ausnahmslos als Schilftorfe<br />
charakterisiert. Auch dieses Alter wird von den Torfen in den Bohrungen Ostbense 1-3 nicht<br />
erreicht.<br />
Sindowski (1970) beschreibt das Vorkommen einer weiteren, noch jüngeren<br />
Torfschicht, die im festlandsnahen Gebiet um Neuharlingersiel auftritt. Es handelt sich dabei<br />
um einen spätsubborealen Torf, <strong>der</strong> mit seiner Oberkante etwa 1,5-2 m unter NN liegt und<br />
meist 0,2 bis 0,6 m mächtig ist. Es handelt sich dabei um einen Schilftorf, <strong>der</strong> ca. 3000 Jahre<br />
alt ist. Diese Torfschicht besitzt westlich vom Untersuchungsgebiet eine wesentlich größere<br />
Verbreitung und tritt östlich von Bensersiel teilweise an die Wattoberfläche (Sindowski,<br />
1970). Dieser spätsubborealen Torfschicht können demnach auch die Torflagen in den<br />
Bohrungen Ostbense 1-3 zugeordnet werden (vergl. Abb. 3.5). Das ermittelte konventionelle<br />
14 C-Alter reicht dabei von 2370 ± 25 J.v.1950 in <strong>der</strong> Bohrung OB2 (17,8-18,0 cm) bis<br />
maximal 3025 J.v.1950 in <strong>der</strong> Bohrung OB3 (62,6-62,7 cm). In diesem Zeitintervall kam es<br />
zu einer intensiven Torfbildung während <strong>der</strong> sich Torfablagerungen regressiv über marine<br />
Sedimente ablagerten und die so genannten „schwimmenden Torfe“ bildeten („upper peat“ in<br />
Abb. 6.3.3).<br />
Abb. 6.3.3: Aktualisierte Meeresspiegelanstiegskurve für die südliche Nordseeküste nach Behre<br />
(2003).<br />
164
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
Die Inversion <strong>der</strong> ermittelten Alter an <strong>der</strong> Oberfläche <strong>der</strong> Bohrung Ostbense 1 sind sehr<br />
wahrscheinlich auf einen allochthonen Eintrag von älteren erodierten Torfpartikeln<br />
zurückzuführen.<br />
Ein auffällig hohes Alter hat <strong>der</strong> Birkenwurzelstumpf, <strong>der</strong> in <strong>der</strong> Nähe <strong>der</strong> Bohrung<br />
Ostbense 2 an <strong>der</strong> Wattoberfläche gefunden wurde. Das konventionelle 14 C-Alter von 3700 ±<br />
30 J.v.1950 entspricht einem kalibrierten Zeitintervall von 2144-2021 BC. Damit sind die<br />
Holzreste deutlich älter als alle oberflächennahen Torfproben aus dem Untersuchungsgebiet.<br />
Dies lässt eine Umlagerung <strong>der</strong> Baumreste aus älteren und tiefer versenkten Ablagerungen am<br />
wahrscheinlichsten erscheinen.<br />
Die Bohrung Bensersiel 1 (BNS1 0-150 cm) ist sehr nahe <strong>der</strong> Küstenlinie positioniert<br />
worden, da hier die holozäne Sedimentation <strong>der</strong> nach Norden geneigten Geestfläche<br />
beson<strong>der</strong>s dünn ist und sich so auch mit <strong>der</strong> vorhandenen Ausrüstung die Ablagerungen des<br />
Pleistozäns erreichen lassen. Erstaunlicherweise findet bereits in ca. 100 cm Teufe des<br />
Sedimentprofils <strong>der</strong> Übergang vom subborealen Klimaabschnitt zum Atlantikum (5000<br />
J.v.H.) statt. Nur wenige Zentimeter tiefer bei 111 cm Teufe ist mit 10500 J.v.1950 bereits die<br />
Grenze zu pleistozänen Ablagerungen erreicht.<br />
●<br />
Erosion und Umlagerung von Küstentorfen<br />
Neben <strong>der</strong> Erosion oberflächennaher Torfschichten führt vor allem die Rinnenverlagerung<br />
dazu, dass ehemals eingeschaltete Torfe freigelegt werden und als stark verfestigte Flächen im<br />
heutigen Watt zum Vorschein kommen (pers. Mitt. Axel Heinze, Heimatmuseum Esens) o<strong>der</strong><br />
aber vollständig erodiert und als fein verteilte Torfpartikel in die Wattsedimente eingelagert<br />
werden.<br />
Die Beobachtung, dass in den Rinnen Torf freigelegt und aktiv erodiert wird, spiegelt<br />
sich auch in den Ergebnissen <strong>der</strong> Arbeit von Krögel (1994) wi<strong>der</strong>. Dort wurde im Rahmen<br />
von ökologischen Untersuchungen u. a. <strong>der</strong> Gehalt an organischem Kohlenstoff im<br />
Rückseitenwatt von Langeoog gemessen. Die Werte sind in unmittelbarer Inselnähe, also im<br />
Bereich <strong>der</strong> Salzwiesen sehr hoch und steigen auch zum Festland hin an, während in den<br />
zentralen Wattbereichen keine o<strong>der</strong> nur sehr geringe Gehalte an organischem Kohlenstoff<br />
gemessen wurden. Auffällig ist aber ein lang gezogenes Gebiet mit höheren Werten, das im<br />
südlichen Drittel des Watts etwa parallel zur Küstenlinie liegt. Teilweise sind dort Werte von<br />
über 5% TOC gemessen worden. Das beschriebene Gebiet liegt genau im Verlauf des<br />
heutigen südlichen Hauptpriels. Daraus lässt sich ableiten, dass die hohen Werte des<br />
organischen Kohlenstoffs im Rückseitenwatt von Langeoog dort gemessen wurden, wo durch<br />
165
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
Verlagerung des südlichen Priels eine Torflage erodiert und aufgearbeitet wurde, so wie es<br />
auch in <strong>der</strong> Seismik von Bungenstock (2005) beobachtet wurde.<br />
Über das Ausmaß <strong>der</strong> Erosion und Umlagerung von Wattsedimenten haben bereits<br />
Untersuchungen von Reineck (1958) östlich <strong>der</strong> Insel Spiekeroog im Rückseitenwatt von<br />
Wangerooge ergeben, dass in einem Zeitraum von 68 Jahren über 50% <strong>der</strong> Wattfläche<br />
„…durch das Mäandrieren von Wattrinnen umgelagert und damit in longitudinale<br />
Schrägschichtung umgewandelt worden ist…. Auf dem Rinnenboden ist meist ein<br />
Sohlenpflaster aus Schill und Schlickgeröllen zu finden, das bei seitlicher Verlagerung <strong>der</strong><br />
Rinne von Gleithangschichten überdeckt wird.“<br />
Für die Oberfläche <strong>der</strong> Wattsedimente zeigten Untersuchungen von Mahatma (2004),<br />
dass klein- und großskalige Variationen <strong>der</strong> Erodierbarkeit primär durch biologische Faktoren<br />
kontrolliert werden, insbeson<strong>der</strong>e durch benthische Mikroalgen und hier vor allem durch<br />
benthische Diatomeen. Die Erodierbarkeit weist signifikante räumliche und zeitliche<br />
Strukturen auf. Geringe Erosionsraten wurden auf Wattflächen in <strong>der</strong> Nähe <strong>der</strong> Salzwiesen<br />
beobachtet, d.h. hier war das Sediment beson<strong>der</strong>s stabil. Verantwortlich für die verringerte<br />
Erodierbarkeit sind offensichtlich die Austrocknung des Sediments und die Bio-Stabilisierung<br />
durch Röhren bildende Würmer (Mahatma, 2004).<br />
Für das Sedimentationsverhalten und die Quellen erodierter Torfe im Spiekerooger<br />
Rückseitenwatt ist <strong>der</strong> Bereich des ostfriesischen Wattenmeeres zwischen den Sielorten<br />
Bensersiel im Westen und Neuharlingersiel im Osten als langfristiger Erosionsbereich von<br />
großer Bedeutung (Axel Heinze, pers. Mitt.). Für das 17. Jahrhun<strong>der</strong>t ist in diesem Bereich<br />
noch außendeichs gelegene landwirtschaftliche Nutzfläche nachweisbar, in allen jüngeren<br />
Kartenwerken ist <strong>der</strong> Deich als Schardeich ausgewiesen. Mehrere Messungen in den letzten<br />
Jahrzehnten zeigen, dass die Erosion immer weiter fortschreitet und dabei immer tiefer<br />
liegende Schichten freigelegt werden. Dabei werden vor allem die oberflächennahen<br />
Torfschichten aufgearbeitet, erodiert und mit <strong>der</strong> allgemeinen Tiedenströmung nach Osten in<br />
das Spiekerooger Rückseitenwatt transportiert. Bisher sind die jüngeren „schwimmenden<br />
Torfe“ ausnahmslos als Schilftorfe charakterisiert worden (Sindowski, 1970), was mit <strong>der</strong><br />
Auswertung <strong>der</strong> Bohrungen dieser Studie sowohl durch geochemische Analysen als auch<br />
durch parallel durchgeführte botanische Großrestanalysen wi<strong>der</strong>legt werden kann. So enthält<br />
die Bohrung OB2 in 47-71 cm Teufe einen Bruchwaldtorf und OB3 in 20-35 cm Teufe einen<br />
Laubmoos-Sphagnum-Torf. Da es sich um regressive Torfe handelt, müssen die Intervalle <strong>der</strong><br />
Meeresspiegelabsenkungen bzw. Stagnationsphasen ausreichend lange gedauert haben, um<br />
ein Aufwachsen von Übergangsmoor/Hochmoor-Vegetationsgemeinschaften auf einem<br />
166
ERGEBNISSE UND DISKUSSION<br />
Nie<strong>der</strong>moortorf zu ermöglichen. Auch <strong>der</strong> Fund einer weiteren großflächigen, als Laubmoos-<br />
Übergangstorf charakterisierten Torfplatte an <strong>der</strong> Oberfläche des Benser Watts (TP-BW)<br />
beweist, dass nicht alle regressiven Torfschichten als Schilftorfe anzusprechen sind. Dieses<br />
Ergebnis entspricht auch <strong>der</strong> korrigierten Meeresspiegelanstigskurve (Abb. 6.3.3), die im<br />
Gegensatz zur ursprünglichen Version (vergl. Abb. 2.1.2) einen verlangsamten Anstieg mit<br />
längeren regressiven und stagnierenden Phasen im Spätholozän postuliert (Behre, 2003,<br />
2004).<br />
Alle weiteren regressiven Sedimentablagerungen des Holozäns, in denen sich<br />
aufgrund eines zu kurzen Zeitintervalls keine Torfe bilden konnten, haben nur ein sehr<br />
geringes Erhaltungspotential und werden durch den übergeordneten transgressiven<br />
Sedimentationstrend aufgearbeitet o<strong>der</strong> verlieren ihren sedimentologischen Charakter (Chang<br />
et al., 2006). Daher sind Torfablagerungen die besten Indikatoren für Meeresspiegelschwankungen<br />
im Wattenmeer.<br />
Die stratigraphische Evolution des Spiekerooger Insel/Wattsystems wird auch in<br />
Zukunft durch den Mangel an extern zugeführten Sedimenten gestaltet. Demnach sorgt <strong>der</strong><br />
weiter steigende Meeresspiegel für die transgressive Verlagerung <strong>der</strong> meerseitigen<br />
Inselsedimente in die Rückseitenwatten. Damit verbunden ist auch eine langfristige<br />
Verlagerung <strong>der</strong> Barriereinsel selbst in Richtung Festland (Chang et al., 2006) und eine<br />
verstärkte Erosion und Umlagerung erodierter Torfe in den Rückseitenwatten.<br />
167
ZUSAMMENFASSUNG DER ERGEBNISSE<br />
7. Zusammenfassung <strong>der</strong> Ergebnisse<br />
Im Mittelpunkt dieser Arbeit steht die chemotaxonomische Verknüpfung charakteristischer<br />
organischer Biomarkerlipide torfbilden<strong>der</strong> Pflanzen mit den im Holozän gebildeten<br />
Torfablagerungen im nordwestdeutschen Küstenraum. Die in den Torfen durch<br />
Makrofossilanalyse identifizierte Pflanzenspezies sind in rezenter Form in <strong>der</strong>selben Weise<br />
auf das Vorkommen ausgewählter Biomarker untersucht worden wie verschiedene<br />
Sedimentkerne aus dem Spiekerooger Rückseitenwatt, die Torfe und klastisches Sediment als<br />
Reaktion verschiedener trans- und regressiver Meeresspiegelbewegungen enthalten.<br />
n-Alkane in torfbildenden Pflanzen<br />
In dieser Arbeit sind insgesamt 26 verschiedene torfbildende Pflanzenspezies auf ihre<br />
Lipidzusammensetzung hin untersucht worden. Durch die getrennte Analyse oberirdischer<br />
und unterirdischer Pflanzenteile lassen sich detaillierte Aussagen zur Verteilung <strong>der</strong><br />
Inhaltsstoffe und zu ihrem chemotaxonomisch verwertbaren Erhaltungspotential während <strong>der</strong><br />
Torfbildung ableiten. Beson<strong>der</strong>s in den Nie<strong>der</strong>moortorfen bleiben fast ausschließlich<br />
unterirdische Pflanzenteile erhalten, während die oberirdischen Pflanzenteile meist<br />
vollständig aerob abgebaut werden. Die Untersuchungen an frischen, abgestorbenen und<br />
bereits mikrobiell überarbeiteten Blättern des Schilfrohrs (Phragmites australis) belegen die<br />
deutlichen Stoffverluste oberirdischer Lipide von über 60% in fünf Monaten und einen<br />
bevorzugten Abbau kürzerkettiger n-Alkane. Am Beispiel <strong>der</strong> n-Alkanverteilung in den<br />
einzelnen Pflanzenteilen des Schilfrohrs im Vergleich mit sortenreinen Schilftorfen wird das<br />
beson<strong>der</strong>s hohe Erhaltungspotential <strong>der</strong> unterirdischen Pflanzenteile (Wurzeln und Rhizome)<br />
deutlich. Aufgrund ihres hohen Anteils an <strong>der</strong> Gesamtbiomasse <strong>der</strong> Pflanze stellen die<br />
unterirdischen Pflanzenteile die Hauptquelle für den Lipideintrag in einen Schilftorf dar,<br />
obwohl <strong>der</strong> Lipidgehalt in den Rhizomen selbst sehr gering ist.<br />
Die in zahlreichen Schilftorfen aus dem Untersuchungsgebiet gefundene Anreicherung<br />
des n-Tetracosans (n-C 24 H 50 ) hat seinen Ursprung offenbar in den unterirdischen Rhizomen<br />
des Schilfrohrs. Das hohe Erhaltungspotential dieser beson<strong>der</strong>s abbauresistenten Pflanzenteile<br />
ist für den selektiven Erhalt des Verteilungsmusters in den Schilftorfen verantwortlich. Die<br />
nahezu identischen Lipidverteilungsmuster des Schilfrohrs an unterschiedlichen Standorten<br />
<strong>der</strong> Pflanze unterstreichen die generelle Möglichkeit einer chemotaxonomischen Verknüpfung<br />
von Lipidverteilungsmustern des Unsprungsorganismus mit <strong>der</strong> in einem sortenreinen Torf<br />
168
ZUSAMMENFASSUNG DER ERGEBNISSE<br />
erhalten gebliebenen Biomasse. Der aus <strong>der</strong> signifikanten Anreicherung des n-Tetracosans in<br />
Schilfrhizomen abgeleitete Schilftorfindikator (Phragmites-Peat-Indikator, PPI) zeigt<br />
zuverlässig einen erhöhten Anteil an Schilfrohr an einer Torf- o<strong>der</strong> Sedimentablagerung an.<br />
Die signifikante Anreicherung <strong>der</strong> n-Alkane in den Blättern, Blüten und Früchten <strong>der</strong><br />
Pflanzen weist deutlich auf das Vorkommen <strong>der</strong> n-Alkane als Hauptbestandteile <strong>der</strong><br />
Cuticularwachse (Wachse <strong>der</strong> Zellabschlusshaut) hin. Am Beispiel des Sternstreifenmooses<br />
(Aulacomnium palustre) konnte die starke Variabilität <strong>der</strong> Lipidverteilungsmuster während<br />
einer Vegetationsperiode deutlich aufgezeigt werden. Als Konsequenz für die Probennahme<br />
torfbilden<strong>der</strong> Pflanzen bedeutet dies, dass eine Analyse des Pflanzenmaterials nur dann<br />
sinnvoll ist, wenn die Proben am Ende <strong>der</strong> pflanzenspezifischen Vegetationsperiode<br />
genommen werden und das Material bereits abgestorben ist. Dieser in bisherigen Studien nur<br />
unzureichend berücksichtigte Aspekt ist entscheidend für die Lipidzusammensetzung und den<br />
Erhalt pflanzlicher Biomasse bei <strong>der</strong> Torfbildung.<br />
Die Anpassungsmechanismen torfbilden<strong>der</strong> Pflanzen an extremen Nährstoffmangel<br />
wie z.B. <strong>der</strong> xeromorphe Aufbau <strong>der</strong> Cuticula und die Verholzung <strong>der</strong> Sprossachsen in<br />
Hochmoorpflanzen führen zu einer zusätzlichen Verschiebung im n-Alkanverteilungsmuster<br />
zu längerkettigen Verbindungen hin. Somit wirken die hydrologischen Bedingungen und die<br />
Nährstoffversorgung am Standort <strong>der</strong> Pflanze in gleicher Richtung auf die Biosynthese <strong>der</strong><br />
n-Alkane in den Blattwachsen und erlauben eine Unterscheidung <strong>der</strong> Blattwachse <strong>der</strong><br />
Vegetationsgemeinschaften an den Extremstandorten Nie<strong>der</strong>moor und Hochmoor.<br />
Die Einführung eines neuen n-Alkan-Vegetations-Indikators (AVI), <strong>der</strong> das Verhältnis<br />
<strong>der</strong> in den Nie<strong>der</strong>moorpflanzen angereicherten ungeradzahligen n-Alkane (n-C 27 H 56 +<br />
n-C 29 H 60 ) zu den in Hochmoorpflanzen angereicherten ungeradzahligen n-Alkanen (n-C 31 H 64<br />
+ n-C 33 H 68 ) berücksichtigt, erlaubt eine sichere Zuordnung <strong>der</strong> für die Entstehung <strong>der</strong><br />
Küstentorfe relevanten Ursprungsvegetation.<br />
Pentacyclische Triterpenoide in torfbildenden Pflanzen<br />
Bei den pentacyclischen Triterpenoiden handelt es sich um sekundäre Pflanzeninhaltsstoffe,<br />
die sich von Endprodukten des Primärstoffwechsels ableiten. In keiner <strong>der</strong> analysierten<br />
Pflanzenproben, die eindeutig <strong>der</strong> Nie<strong>der</strong>moor-Vegetation zuzuordnen sind, werden<br />
pentacyclische Triterpenoide in quantifizierbarer Menge nachgewiesen, wohin gegen die<br />
untersuchten Hochmoorpflanzen hohe bis sehr hohe Gehalte dieser Verbindungen enthalten.<br />
Neben unterschiedlichen hydrologischen Bedingungen ist in diesem Fall beson<strong>der</strong>s die<br />
Nährstoffarmut in den Hochmooren für die Ausbildung so genannter „Hungerformen“<br />
169
ZUSAMMENFASSUNG DER ERGEBNISSE<br />
(Xeromorphie) verantwortlich. Diese Bauverän<strong>der</strong>ungen <strong>der</strong> Blätter (Peinomorphose; peina =<br />
griechisch Hunger) und eine gleichzeitig zunehmende Verholzung oberirdischer Pflanzenteile<br />
hat die Biosynthese chemotaxonomisch verwertbarer Triterpenoidverteilungsmuster zur<br />
Folge. Zusätzlich wird eine zeitlich verspätete Biosynthese <strong>der</strong> Triterpenoide im<br />
Vegetationszyklus einiger Pflanzen wie z.B. <strong>der</strong> Torf- und Laubmoose beobachtet.<br />
Möglicherweise wird aber die Biosynthese pentacyclischer Triterpenoide als Schutzsubstanz<br />
in den Cuticularwachsen erst durch den stärkeren Kontakt des unteren Pflanzenteils mit<br />
Staunässe im weiter aufwachsenden Hochmoor induziert. Auch ein intensiverer Kontakt mit<br />
einer aktiven Mikroorganismenfauna kann für die Synthese <strong>der</strong> oft als toxisch geltenden<br />
Triterpenoide verantwortlich sein. An<strong>der</strong>s als bei den pflanzlichen Primärprodukten handelt<br />
es sich bei den pflanzlichen Sekundärprodukten um Verbindungen, die in Wirkung und<br />
Funktion stark mit den Umweltbedingungen am Standort <strong>der</strong> Pflanze verknüpft sind. Diese<br />
funktionsgerichtete Biosynthese führt zu einer wesentlich höheren Variationsbreite <strong>der</strong><br />
Verbindungen und einer unregelmäßigen Verteilung innerhalb <strong>der</strong> Pflanzen. Wie schon bei<br />
den n-Alkanen ist aber auch hier ein gemeinsamer Pool bevorzugt synthetisierter<br />
Einzelverbindungen in eindeutig abgrenzbaren Vegetationsgemeinschaften erkennbar.<br />
Die bereits von Köller (2002) eingeführten Triterpenoidparameter BPI (Bog-Peat-<br />
Indikator) und WPI (Wood-Peat-Indikator) erlauben anhand eines prozentualen Verhältniswerts<br />
eine vereinfachte chemotaxonomische Charakterisierung von Torfen und torfhaltigen<br />
Wattsedimenten. Da die Entwicklung dieser Parameter großenteils auf dem systematischen<br />
Vorkommen bestimmter Triterpenoide in geobotanisch gut charakterisierten Torfproben<br />
basierte, war <strong>der</strong> pflanzliche Ursprung vieler Verbindungen bisher unbekannt. Mit den nun<br />
vorliegenden Daten über das Vorkommen bestimmter Triterpenoide in torfbildenden Pflanzen<br />
sind die abgeleiteten Parameter auf ihre Gültigkeit hin überprüft und durch Einbeziehung<br />
weiterer charakteristischer Verbindungen präzisiert worden.<br />
Bei den meisten <strong>der</strong> nicht identifizierbaren Verbindungen in den analysierten<br />
Pflanzen, die eine Triterpenoidstruktur vermuten lassen, handelt es sich wohl um kurzlebige<br />
Zwischenprodukte des pflanzlichen Sekundärstoffmetabolismus. Sie sind anscheinend<br />
weniger stabil und in den Torfablagerungen und Sedimenten des Wattenmeers nicht mehr<br />
nachweisbar. Ein chemotaxonomisches Potential ist in den meisten Fällen nicht erkennbar<br />
und somit auch keine Biomarkerfunktion für näher einzugrenzende Vegetationsgemeinschaften.<br />
Eine Ausnahme bildet lediglich das unbekannte Triterpenoidketon u4, durch<br />
dessen Nachweis in <strong>der</strong> Besenheide (Calluna vulgaris) erstmals eine chemotaxonomische<br />
170
ZUSAMMENFASSUNG DER ERGEBNISSE<br />
Verknüpfung dieser Verbindung zwischen einer Torfablagerung und einer pflanzlichen Quelle<br />
möglich ist.<br />
Faziescharakterisierung von Torfen und Wattsedimenten<br />
Die Anwendung molekularer Biomarker und <strong>der</strong> daraus abgeleiteten Parameter auf<br />
Sedimentbohrkerne mit eingeschalteten Torflagen aus dem Spiekerooger Rückseitenwatt<br />
erlauben auf <strong>der</strong> Basis <strong>der</strong> charakteristischen Verteilung <strong>der</strong> n-Alkane und pentacyclischen<br />
Triterpenoide Sedimentschichten in ihrer Faziesentwicklung eindeutig zu charakterisieren und<br />
in das holozäne Ablagerungsgeschehen zeitlich einzuordnen.<br />
Die Ergebnisse <strong>der</strong> zur Überprüfung an zahlreichen Torf- und Sedimentproben parallel<br />
durchgeführten botanischen Großrestanalyse sind durch die geochemische Analyse eindeutig<br />
nachvollziehbar. Darüber hinaus werden geochemisch auch geringe Anteile von Hochmooro<strong>der</strong><br />
Bruchwaldresten sichtbar, die sich aufgrund starker Zersetzung o<strong>der</strong> zu geringem Anteil<br />
<strong>der</strong> Makrofossilanalyse entziehen.<br />
Bisher waren die jüngeren „schwimmenden Torfe“ im Untersuchungsgebiet<br />
ausnahmslos als Schilftorfe charakterisiert worden (Sindowski, 1970), was mit <strong>der</strong><br />
Auswertung <strong>der</strong> Bohrungen dieser Studie sowohl durch geochemische Analysen als auch<br />
durch parallel durchgeführte botanische Großrestanalysen wi<strong>der</strong>legt werden kann. So<br />
enthalten die Bohrungen im Rückseitenwatt vor Ostbense sowohl eingeschaltete<br />
Bruchwaldtorfe als auch einen Laubmoos-Sphagnum-Torf. Da es sich um regressive Torfe<br />
handelt, müssen die Intervalle <strong>der</strong> Meeresspiegelabsenkungen bzw. Stagnationsphasen<br />
ausreichend lange gedauert haben, um ein Aufwachsen von Übergangsmoor/Hochmoor-<br />
Vegetationsgemeinschaften auf einem Nie<strong>der</strong>moortorf zu ermöglichen. Auch <strong>der</strong> Fund einer<br />
weiteren großflächigen, als Laubmoos-Übergangstorf charakterisierten Torfplatte an <strong>der</strong><br />
Oberfläche des Benser Watts beweist, dass nicht alle regressiven Torfschichten als Schilftorfe<br />
anzusprechen sind. Dieses Ergebnis entspricht auch <strong>der</strong> korrigierten<br />
Meeresspiegelanstiegskurve von Behre (2003), die im Gegensatz zur ursprünglichen Version<br />
(Behre, 1993) einen verlangsamten Anstieg mit längeren regressiven und stagnierenden<br />
Phasen im Spätholozän postuliert (Behre, 2003, 2004).<br />
Alle weiteren regressiven Sedimentablagerungen des Holozäns, in denen sich<br />
aufgrund eines zu kurzen Zeitintervalls keine Torfe bilden konnten, haben nur ein sehr<br />
geringes Erhaltungspotential und werden durch den übergeordneten transgressiven<br />
Sedimentationstrend aufgearbeitet o<strong>der</strong> verlieren ihren sedimentologischen Charakter (Chang<br />
171
ZUSAMMENFASSUNG DER ERGEBNISSE<br />
et al., 2006). Daher sind Torfablagerungen die besten Indikatoren für Meeresspiegelschwankungen<br />
im Wattenmeer.<br />
Die stratigraphische Evolution des Spiekerooger Insel-/Wattsystems wird auch in<br />
Zukunft durch den Mangel an extern zugeführten Sedimenten gestaltet. Demnach sorgt <strong>der</strong><br />
weiter steigende Meeresspiegel für die transgressive Verlagerung <strong>der</strong> meerseitigen<br />
Inselsedimente in die Rückseitenwatten. Damit verbunden ist auch eine langfristige<br />
Verlagerung <strong>der</strong> Barriereinsel selbst in Richtung Festland (Chang et al., 2006) und eine<br />
verstärkte Erosion und Umlagerung erodierter Torfe in den Rückseitenwatten.<br />
Auch die biogeochemischen Prozesse und Stoffkreisläufe in tieferen<br />
Sedimentschichten werden durch den hohen Anteil an Kohlenstoffverbindungen terrigener<br />
Herkunft beeinflusst. Die geochemische Analyse liefert auch in kohlenstoffarmen Sedimenten<br />
und Ablagerungen ohne erkennbare pflanzliche Gewebereste interpretierbare<br />
Lipidverteilungsmuster und stellt somit eine sinnvolle Ergänzung zu paläobotanischen<br />
Methoden dar. Die Ergebnisse <strong>der</strong> organisch-geochemischen Analyse können dadurch auch<br />
als Indikatoren nacheiszeitlicher Vegetationsverän<strong>der</strong>ungen genutzt werden.<br />
172
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185
APPENDIX<br />
9. APPENDIX<br />
9.1 DATENSAMMLUNG<br />
Tab. 9.1.1: Elementgehalte und pauschale Kohlenstoffisotopensignaturen <strong>der</strong> analysierten<br />
Pflanzenproben.<br />
Pflanze Pflanzenteil Vorkommen TOC [ %] N-ges.[%] C/N δ 13 C TOC [‰]<br />
Alnus glutinosa Rinde Bruchwald 57,0 1,28 45 -27,81<br />
Andromeda polifolia Blätter Hochmoor 55,9 0,89 63 -28,28<br />
Andromeda polifolia Stängel + Wurzeln Hochmoor 65,4 0,87 75 -27,32<br />
Andromeda polifolia zersetzte Blätter Hochmoor 44,1 n.n. - n.b.<br />
Aulacomnium palustre grüner Pflanzenteil Übergangsmoor 33,7 0,55 61 n.b.<br />
Aulacomnium palustre brauner Pflanzenteil Übergangsmoor 41,3 0,86 48 -28,79<br />
Betula pubescens braune Blätter Bruchwald 48,9 1,43 34 -29,18<br />
Betula pubescens Rinde, obere Schicht Bruchwald 62,6 n.n. - -29,41<br />
Betula pubescens Rinde untere Schicht Bruchwald 50,3 0,83 61 -27,63<br />
Betula pubescens frische Rinde Bruchwald 58,5 n.n. - -26,47<br />
Calluna vulgaris Blätter + Blüten Hochmoor 50,7 1,31 39 -31,59<br />
Calluna vulgaris Stängel Hochmoor 47,1 0,51 92 -31,48<br />
Calluna vulgaris Wurzeln Hochmoor 45,4 0,38 120 -31,52<br />
Carex rostrata Blätter Nie<strong>der</strong>moor 42,9 1,77 24 -27,54<br />
Carex rostrata Stängel Nie<strong>der</strong>moor 39,6 0,85 46 -26,51<br />
Carex rostrata Wurzeln Nie<strong>der</strong>moor 44,6 0,9 50 -26,05<br />
Carex vesicara Blätter + Stängel Nie<strong>der</strong>moor 40,1 0,64 63 -29,25<br />
Cladium mariscus Blätter Nie<strong>der</strong>moor 53,0 1,66 32 -29,38<br />
Erica tetralix Blüten Hochmoor 51,6 0,77 67 n.b.<br />
Erica tetralix Blätter Hochmoor 54,5 n.n. - -28,48<br />
Erica tetralix Stängel + Wurzeln Hochmoor 48,0 0,38 126 -27,32<br />
Erica tetralix zersetzte Blätter Hochmoor 52,1 0,63 83 n.b.<br />
Eriophorum angustrifolium Blätter Übergangsmoor 49,7 0,97 51 -27,47<br />
Eriophorum angustrifolium Stängel Übergangsmoor 46,6 0,43 108 -26,53<br />
Eriophorum angustrifolium Wurzeln Übergangsmoor 47,6 0,68 70 -26,23<br />
Eriophorum vaginatum Blätter Hochmoor 43,6 1,01 44 -26,51<br />
Eriophorum vaginatum Stängel Hochmoor 54,4 0,39 140 -25,86<br />
Eriophorum vaginatum Wurzeln Hochmoor 46,6 0,56 83 -26,39<br />
Eriophorum vaginatum Wurzelfilz Hochmoor 42,7 0,23 185 25,82<br />
Juncus effusus Blätter Nie<strong>der</strong>moor 40,8 1,23 33 -27,72<br />
Juncus effusus Feinwurzeln Nie<strong>der</strong>moor 44,6 1,02 45 -26,99<br />
Lycopus europaeus Blätter + Stängel Nie<strong>der</strong>moor 45,0 1,27 35 -28,86<br />
Mentha aquatica Blüten + Blätter + Stängel Nie<strong>der</strong>moor 43,3 1,02 43 -28,05<br />
Molinia caerulea Blätter Übergangsmoor 48,6 0,56 87 -27,81<br />
Molinia caerulea Stielschaft Übergangsmoor 47,1 0,82 57 -27,17<br />
Molinia caerulea Feinwurzeln Übergangsmoor 45,4 1,29 35 -27,03<br />
Phragmites australis (Dangast) Blätter Nie<strong>der</strong>moor 41,8 n.n. - n.b.<br />
Phragmites australis (Dangast) Stängel Nie<strong>der</strong>moor 46,6 n.n. - -26,58<br />
Phragmites australis (Dangast) Rhizome Nie<strong>der</strong>moor 39,1 n.n. - -25,78<br />
Phragmites australis (Edewecht) Blätter Nie<strong>der</strong>moor 34,3 1,54 22 -28,66<br />
Phragmites australis (Edewecht) Stängel Nie<strong>der</strong>moor 45,9 n.n. - n.b.<br />
Phragmites australis (Edewecht) Rhizome Nie<strong>der</strong>moor 40,0 0,98 41 n.b.<br />
Phragmites australis (Ol-Wechloy) Blätter Nie<strong>der</strong>moor 52,5 2,52 21 -28,74<br />
Phragmites australis (Ol-Wechloy) Stängel Nie<strong>der</strong>moor 65,2 0,6 108 n.b.<br />
I
APPENDIX<br />
Fortsetzung Tab. 9.1.1<br />
Pflanze Pflanzenteil Vorkommen TOC [ %] N-ges.[%] C/N δ 13 C TOC [‰]<br />
Phragmites australis (Ol-Wechloy) Rhizome Nie<strong>der</strong>moor 38,2 0,6 64 -27,75<br />
Phragmites australis (Ol-Wechloy) zersetzte Blätter Nie<strong>der</strong>moor 43,5 1,75 25 -26,81<br />
Phragmites australis (Polen) Blätter Nie<strong>der</strong>moor 38,0 1,72 22 n.b.<br />
Phragmites australis (Türkei) Blätter Nie<strong>der</strong>moor 31,2 0,67 47 n.b.<br />
Pinus sylvestris Nadeln Bruchwald 44,2 1,39 32 -27,48<br />
Pinus sylvestris Äste Bruchwald 48,4 0,86 56 -27,07<br />
Pinus sylvestris Rinde Bruchwald 51,5 n.n. - -25,76<br />
Schoenoplectus lacustris Blätter + Stängel Nie<strong>der</strong>moor 61,8 1,04 59 -29,75<br />
Spartina maritima Blätter + Stängel Küstensaum 44,2 0,43 103 n.b.<br />
Sphagnum magellanicum grüner Pflanzenteil Hochmoor 41,5 0,84 49 -27,94<br />
Sphagnum magellanicum brauner Pflanzenteil Hochmoor 41,7 0,64 65 -29,22<br />
Sphagnum palustre grüner Pflanzenteil Hochmoor 43,0 0,95 45 -29,59<br />
Sphagnum palustre brauner Pflanzenteil Hochmoor 42,9 0,66 65 -30,06<br />
Thelypteris palustris Blätter Bruchwald 51,2 2,87 18 -28,82<br />
Thelypteris palustris Stängel Bruchwald 43,7 0,67 65 -27,13<br />
Thelypteris palustris Speicherknoten Bruchwald 44,0 1,85 24 -27,05<br />
Thelypteris palustris Feinwurzeln Bruchwald 48,7 1,46 33 -28,11<br />
Thelypteris palustris zersetzte Blätter Nie<strong>der</strong>moor 62,8 3,33 19 n.b.<br />
Typha latifolia Blätter Nie<strong>der</strong>moor 43,5 1,4 31 -28,91<br />
Typha latifolia Wurzeln Nie<strong>der</strong>moor 45,1 1,15 39 -27,86<br />
Typha latifolia Feinwurzeln Nie<strong>der</strong>moor 37,1 0,51 73 n.b.<br />
Vaccinium oxycoccus Beeren Hochmoor 40,7 0,25 163 -27,45<br />
Vaccinium oxycoccus Blätter + Stängel Hochmoor 45,2 1,02 44 -29,19<br />
Vaccinium oxycoccus Wurzeln Hochmoor 46,1 0,45 102 -29,95<br />
Vaccinium oxycoccus zersetzte Blätter Hochmoor 46,2 1,01 46 n.b.<br />
Zostera marina Blätter marin 34,5 2,32 15 -14,23<br />
Zostera noltii Blätter marin 34,7 2,67 13 -13,89<br />
n.n. = nicht nachweisbar; n.b. = nicht bestimmt<br />
Tab. 9.1.2: Elementgehalte und pauschale Kohlenstoffisotopensignaturen des organischen<br />
Materials in den analysierten Torf- und Sedimentproben.<br />
Bohrung Bezeichnung TOC [%] N-ges.[%] C/N δ 13 C TOC [‰]<br />
Neuharingersiel NHS1 (0-1cm) 0,77 n.b. - -20,8<br />
NHS1 (0-60cm) NHS1 (7-11cm) 0,14 n.b. - -21,7<br />
NHS1 (15-19cm) 0,31 n.b. - -23,4<br />
NHS1 (23-27cm) 0,50 n.b. - -23,2<br />
NHS1 (31-35cm) 0,83 n.b. - -22,9<br />
NHS1 (39-43cm) 1,10 n.b. - -23,2<br />
NHS1 (47-51cm) 0,37 n.b. - -22,3<br />
NHS1 (51-55cm) 0,66 n.b. - -25,2<br />
NHS1 (55-59cm) 1,37 n.b. - -24,7<br />
Neuharlingersieler- NHS-N (250cm) 0,37 0,06 6 -26,28<br />
Nacken NHS-N (280cm) 1,38 0,14 10 -25,68<br />
NHS-N (0-450cm) NHS-N (440cm) 1,92 0,2 10 -25,14<br />
Gröninger Plate<br />
GP1 (0-560cm) GP1 (375cm) 0,57 0,04 14 -26,95<br />
Ostbense 1 OB1 (0-8cm) 18,6 0,92 20 -25,22<br />
OB1 (0-71cm) OB1 (16-40cm) 33,8 1,73 20 -27,34<br />
OB1 (40-55cm) 0,97 0,10 10 -26,09<br />
II
APPENDIX<br />
Fortsetzung Tab. 9.1.2<br />
Bohrung Bezeichnung TOC [%] N-ges.[%] C/N δ 13 C TOC [‰]<br />
Ostbense 2 OB2 (0-8cm) 5,71 0,28 20 -27,41<br />
OB2 (0-72cm) OB2 (14-26cm) 2,97 0,12 25 -26,96<br />
OB2 (27-45cm) 20,7 0,91 23 -27,12<br />
OB2 (44-56cm) 30,3 1,56 19 -27,16<br />
OB2 (57-72cm) 34,8 1,68 21 -27,21<br />
Ostbense 3 OB3 (0-19cm) 24,8 1,11 22 -27,15<br />
OB3 (0-71cm) OB3 (20-35cm) 47,8 0,94 51 -27,63<br />
OB3 (36-48cm) 35,6 2,09 17 -27,28<br />
OB3 (49-71cm) 12,9 0,72 18 -26,62<br />
Bensersiel 1 BNS1 (0-5cm) 21,6 0,97 22 -27,16<br />
BNS1 (0-150cm) BNS1 (5-10cm) 36,7 1,47 25 -27,66<br />
BNS1 (10-20cm) 31,8 1,45 22 -27,06<br />
BNS1 (20-30cm) 23,1 1,09 21 -27,35<br />
BNS1 (30-40cm) 19,2 0,91 21 -27,72<br />
BNS1 (40-50cm) 17,5 0,85 21 -27,39<br />
BNS1 (50-58cm) 24,4 1,25 19 -27,31<br />
BNS1 (58-74cm) 9,58 0,24 40 -28,38<br />
BNS1 (74-98cm) 1,12 n.n. - -25,78<br />
BNS1 (98-112cm) 0,52 0,03 17 -27,19<br />
BNS1 (112-120cm) 0,05 0,02 2,5 -27,29<br />
BNS1 (120-135cm) 0,46 0,04 12 -26,46<br />
BNS1 (135-150cm) 0,10 0,01 10 -26,57<br />
Basistorf Bensersiel Basistorf 30,7 1,09 28 -26,94<br />
Bruchwaldreste Birkenwurzelstumpf 41,8 n.n. - -27,98<br />
Torfplatte Benser Watt TP-BW 34,2 0,78 44 -26,89<br />
verdrifteter Torf<br />
26,9 1,15 23 -27,48<br />
(Baltrum)<br />
BT1<br />
n.n. = nicht nachweisbar; n.b. = nicht bestimmt<br />
III
APPENDIX<br />
Tab. 9.1.3: n-Alkangehalte <strong>der</strong> untersuchten Pflanzenproben.<br />
n-Alkangehalte [µg/g C org ] 2)<br />
Pflanze Teil 1) 21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35<br />
∑ 3)<br />
Alnus glutinosa RD 0,2 0,2 0,3 0,2 0,4 0,3 0,6 0,2 0,6 0,1 0,4 0,1 0,3 0,1 0,0 4,0<br />
Andromeda polifolia BL 5,0 4,3 9,8 11,5 27,6 11,1 61,4 12,9 422 14,9 691 15,8 74,1 0,0 0,0 1362<br />
Andromeda polifolia ST+WZ 3,7 0,0 3,7 6,4 4,9 0,0 4,4 0,0 26,9 0,0 94,9 0,0 15,0 0,0 0,0 160<br />
Andromeda polifolia zers.BL 1,6 0,9 2,0 0,9 4,1 1,8 12,5 1,1 117 0,9 158 2,3 13,2 0,0 0,0 317<br />
Aulacomnium palustre grün 2,4 1,2 7,1 2,1 15,4 4,2 61,5 8,6 98,9 3,3 45,7 3,3 16,3 0,0 11,6 279<br />
Aulacomnium palustre braun 4,6 1,5 7,5 1,9 10,4 2,4 27,6 3,9 20,6 4,6 77,9 4,4 34,4 0,0 0,0 201<br />
Betula pubescens zers.BL 25 16 1209 64 1487 139 3753 74 437 16 315 0,0 33 0,0 0,0 7571<br />
Betula pubescens RD 1,3 0,4 2,2 1,2 3,0 2,8 6,0 2,2 2,5 1,1 1,1 0,0 0,0 0,0 0,0 24,4<br />
Calluna vulgaris BL 27,7 3,0 18,6 2,5 19,2 4,8 65,8 12,3 98,1 25,5 478 78,0 697 30,2 40,4 1604<br />
Calluna vulgaris ST 7,8 1,7 7,2 1,7 6,2 2,4 19,3 3,7 26,5 5,9 71,1 9,5 45,0 3,1 3,2 214<br />
Calluna vulgaris WZ 3,6 1,1 3,5 1,1 3,1 1,3 8,3 1,4 6,4 1,6 17,5 3,0 16,9 0,0 1,8 70,6<br />
Carex rostrata BL 2,8 0,9 6,8 2,3 2,6 5,1 85,3 8,6 241 6,5 78,3 3,0 66,2 0,0 14,4 525<br />
Carex rostrata ST 12,7 2,0 4,0 3,0 22,3 1,5 18,2 3,5 75,9 3,5 26,8 1,5 20,2 0,0 4,0 199<br />
Carex rostrata WZ 1,8 0,0 3,4 0,9 2,2 0,0 3,8 1,1 3,8 1,1 4,5 1,6 2,2 0,0 0,0 26,4<br />
Carex vesicara BL+ST 2,3 0,8 3,7 1,3 7,7 3,4 70,8 2,4 98,3 4,2 20,9 0,0 3,5 0,0 0,0 219<br />
Cladium mariscus BL 1,6 2,7 9,8 11,5 50,2 2,6 119 21,1 105 6,8 49,9 0,3 6,1 0,0 0,0 387<br />
Erica tetralix BLü 8,5 2,5 18,6 2,0 87,7 12,6 251 21,3 380 43,5 1345 62,5 381 4,9 3,9 2626<br />
Erica tetralix BL 0,0 0,0 8,2 0,0 21,8 0,0 52,7 0,0 118 13,9 1045 59,1 499 8,1 0,0 1827<br />
Erica tetralix ST+WZ 1,9 0,8 2,9 0,8 3,6 1,3 6,5 1,9 11,7 2,5 72,1 4,0 26,1 0,0 0,0 136<br />
Erica tetralix zers.BL 1,2 0,8 8,1 1,7 13,4 1,9 63,2 11,7 869 45,3 1849 50,7 963 3,5 6,7 3890<br />
Eriophorum BL 2,4 1,0 5,2 1,0 11,5 1,6 26,9 0,8 21,7 1,0 5,4 0,8 2,0 0,0 0,0 81,4<br />
angustrifolium<br />
Eriophorum ST 3,4 1,5 8,0 1,9 2,2 2,8 21,5 2,6 31,2 1,5 7,3 0,9 2,2 0,0 0,0 86,9<br />
angustrifolium<br />
Eriophorum WZ 2,3 1,1 4,2 0,8 4,6 1,3 10,7 0,8 5,0 0,4 2,9 0,8 1,7 0,0 0,0 36,8<br />
angustrifolium<br />
Eriophorum vaginatum BL 7,7 3,4 8,1 4,1 16,6 4,6 23,7 6,3 58,4 6,5 254 12,4 138 0,0 0,0 545<br />
Eriophorum vaginatum ST 3,8 1,4 6,1 1,7 6,8 2,2 8,9 1,6 11,7 1,9 29,6 2,4 17,4 0,0 0,0 95,8<br />
Eriophorum vaginatum WZ 3,0 1,2 5,1 1,3 5,1 1,2 8,9 1,3 10,7 1,8 30,9 3,1 20,0 0,0 0,0 93,5<br />
Eriophorum vaginatum WZ-filz 3,8 2,0 6,5 2,4 9,6 3,5 13,5 2,8 14,7 3,2 23,7 2,6 12,1 0,0 0,0 100<br />
Juncus effusus BL 2,0 1,3 4,7 1,2 3,6 1,5 23,2 10,0 392 17,5 133 2,9 7,5 0,0 0,0 601<br />
Juncus effusus WZ 2,0 1,2 4,7 1,1 2,4 0,8 1,8 0,7 9,3 0,5 5,1 0,0 1,6 0,0 0,0 31,2<br />
Lycopus europaeus BL+ST 2,5 1,1 5,9 1,5 9,3 3,4 30,1 13,3 142 37,5 375 45,5 193 6,5 0,0 868<br />
Mentha aquatica BL+ST 0,9 0,9 1,9 1,0 7,9 3,0 41,5 15,1 172 41,7 306 68,4 232 9,5 3,8 907<br />
Molinia caerulea BL 2,5 1,9 7,2 2,5 15,5 5,2 47,0 6,2 53,8 3,3 13,8 1,9 6,0 0,0 0,0 166<br />
Molinia caerulea ST 1,5 1,3 5,3 1,5 4,2 1,7 6,1 2,3 4,9 1,9 5,1 1,7 5,1 0,0 0,0 42,6<br />
Molinia caerulea WZ 2,2 1,3 2,4 1,3 2,2 1,5 3,3 2,4 3,5 2,6 4,6 2,0 3,3 0,0 0,0 32,8<br />
Phragmites australis<br />
(Dangast)<br />
Phragmites australis<br />
(Dangast)<br />
Phragmites australis<br />
(Dangast)<br />
Phragmites australis<br />
(Edewecht)<br />
BL 2,6 3,8 11,5 16,0 36,8 23,9 63,8 19,1 131 6,5 20,8 2,2 1,7 0,0 0,0 340<br />
ST 0,7 0,8 1,9 1,0 4,9 4,1 6,5 1,6 15,6 0,4 1,8 0,8 1,2 0,0 0,0 58,8<br />
RH 0,6 0,6 1,2 1,5 4,1 3,0 13,8 3,2 41,4 3,2 12,4 2,8 0,7 0,0 0,0 88,5<br />
BL 1,5 1,2 4,3 2,0 15,4 4,2 46,3 20,8 108 7,1 29,9 0,0 0,0 0,0 0,0 241<br />
IV
APPENDIX<br />
Fortsetzung Tab. 9.1.3<br />
Pflanze Teil 1) n-Alkangehalte [µg/g C org ] 2)<br />
21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35<br />
∑ 3)<br />
Phragmites australis ST 0,8 0,5 1,6 1,2 3,4 1,6 5,9 1,4 6,4 1,2 8,6 0,7 4,4 0,2 0,4 38,3<br />
(Edewecht)<br />
Phragmites australis RH 0,8 1,0 6,6 4,1 9,4 2,2 7,7 1,6 10,5 1,2 3,9 0,0 1,3 0,0 0,0 50,1<br />
(Edewecht)<br />
Phragmites australis BL 1,4 1,7 4,4 9,4 25,5 22,0 54,4 18,2 121 6,3 18,9 0,0 0,0 0,0 0,0 283<br />
(Ol-Wechloy)<br />
Phragmites australis ST 0,5 0,7 1,5 2,0 3,5 1,8 9,9 1,0 16,9 0,3 2,4 0,1 0,0 0,0 0,0 40,7<br />
(Ol-Wechloy)<br />
Phragmites australis RH 0,5 0,7 9,5 6,6 18,3 7,8 15,6 4,6 21,1 1,3 5,4 0,3 0,7 0,0 0,0 92,4<br />
(Ol-Wechloy)<br />
Phragmites australis zers.BL 1,7 1,3 2,4 1,4 6,6 2,4 17,5 3,5 46,6 2,9 18,1 1,3 1,4 0,0 0,0 107<br />
(Ol-Wechloy)<br />
Phragmites australis BL 1,8 2,6 8,2 9,7 62,1 16,8 112 31,3 263 6,6 31,0 0,9 2,6 0,0 0,0 550<br />
(Polen)<br />
Phragmites australis BL 1,3 1,0 2,2 2,4 8,3 11,2 29,1 17,3 136 10,6 36,8 1,3 2,2 0,0 0,0 260<br />
(Türkei)<br />
Pinus sylvestris Nadeln 2,0 1,5 5,0 1,1 5,4 0,0 8,7 1,4 7,3 2,2 3,8 0,0 0,0 0,0 0,0 38,2<br />
Pinus sylvestris Zweige 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0<br />
Pinus sylvestris RD 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0<br />
Schoenoplectus lacustris<br />
BL+ST 1,0 0,5 2,4 1,0 7,9 3,9 91,8 2,0 117 6,6 21,6 0,9 1,3 0,0 0,0 258<br />
Spartina maritima BL+ST 6,4 2,6 18,6 4,4 28,0 5,4 43,9 7,0 73,9 3,8 24,0 0,0 0,8 0,0 0,0 219<br />
Sphagnum magellanicum<br />
grün 17,5 2,8 44,6 3,1 81,1 2,7 33,6 1,6 18,6 0,9 4,7 0,7 1,5 0,0 0,0 213<br />
Sphagnum magellanicum<br />
braun 4,1 0,9 20,6 2,1 53,3 2,3 35,1 2,0 31,2 1,0 10,2 1,0 3,8 0,0 0,0 168<br />
Sphagnum palustre grün 6,2 1,0 24,6 1,3 23,4 1,1 17,6 0,8 7,0 0,6 2,4 0,5 0,6 0,0 0,0 87,2<br />
Sphagnum palustre braun 10,2 1,4 27,8 1,5 22,5 1,3 22,6 1,2 11,3 0,7 4,0 0,8 1,2 0,0 0,0 106<br />
Thelypteris palustris BL 1,3 1,0 6,8 0,8 8,7 2,0 22,0 2,0 6,7 1,2 2,9 0,0 0,0 0,0 0,0 55,4<br />
Thelypteris palustris ST 1,0 0,9 3,1 0,7 3,9 1,4 10,0 1,2 8,4 1,9 3,3 0,0 0,0 0,0 0,0 35,8<br />
Thelypteris palustris Sp.Kn. 0,9 1,2 1,2 1,8 1,2 0,0 2,7 0,0 1,0 0,7 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 10,7<br />
Thelypteris palustris WZ 1,5 1,0 9,7 1,0 11,9 1,7 33,1 1,2 5,8 0,0 11,0 0,0 0,0 0,0 0,0 77,9<br />
Thelypteris palustris zers.BL 1,1 0,6 4,3 0,8 7,6 1,1 18,3 1,6 10,2 0,6 4,5 0,3 1,4 0,0 0,0 52,5<br />
Typha latifolia BL 2,2 0,7 6,5 3,0 8,8 4,9 20,9 6,5 36,5 6,6 8,3 3,1 5,2 0,0 0,0 113<br />
Typha latifolia WZ 3,7 1,6 5,1 1,8 4,1 1,1 3,0 0,8 3,8 0,7 2,2 0,6 0,6 0,0 0,0 29,0<br />
Typha latifolia feinWZ 3,6 4,2 2,5 1,3 2,1 1,1 2,3 0,7 2,2 1,7 3,5 0,5 2,2 0,0 0,0 27,8<br />
Vaccinium oxycoccus Beeren 3,9 2,5 4,2 2,7 4,4 3,9 27,3 0,0 80,0 4,7 8,9 3,2 2,5 3,2 3,0 154<br />
Vaccinium oxycoccus BL+ST 2,5 1,6 4,6 1,6 3,7 2,1 18,1 10,8 56,8 2,3 15,1 2,3 3,2 0,0 0,0 125<br />
Vaccinium oxycoccus WZ 2,6 1,3 3,9 1,3 3,7 1,5 13,7 2,4 36,9 1,5 30,6 2,0 9,3 0,0 0,0 110<br />
Vaccinium oxycoccus zers.BL 0,4 0,4 1,3 0,6 1,7 1,7 30,2 7,1 137,8 36,3 125,7 2,4 6,9 0,0 0,0 353<br />
1)<br />
Pflanze Teil 1) n-Alkangehalte [µg/g C org ] 2)<br />
15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26 27 28 29 ∑ 3)<br />
Zostera marina BL 47,8 15,0 238 11,2 94,8 4,6 72,3 3,2 45,2 0,0 4,0 0,0 0,0 0,0 0,0 536<br />
Zostera noltii BL 889 11,3 435 12,2 289 0,0 58,6 0,0 28,4 0,0 5,8 0,0 0,0 0,0 0,0 1730<br />
Pflanzenteil: BL= Blätter, BLü= Blüten, ST= Stängel, RD= Rinde, WZ= Wurzeln, RH=<br />
Rhizome, Sp.Kn.= Speicherknoten, zers.BL= in Zersetzung befindliche Blätter.<br />
2) Anzahl <strong>der</strong> Kohlenstoffatome des n-Alkans.<br />
3) Summe <strong>der</strong> n-Alkangehalte in µg/g C org .<br />
V
APPENDIX<br />
Tab. 9.1.4: n-Alkangehalte im extrahierbaren organischen Material <strong>der</strong> untersuchten Torf - und<br />
Sedimentproben.<br />
Probenbezeichnung<br />
n-Alkangehalte [µg/g C org ] 1)<br />
∑ 2)<br />
21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35<br />
NHS1 (0-1cm) 5,0 3,9 11,8 5,6 17,0 6,0 23,5 4,9 25,7 6,6 25,6 4,9 11,3 1,9 1,9 155<br />
NHS1 (7-11cm) 4,6 4,0 10,7 5,9 15,9 6,1 21,0 5,6 25,6 7,7 25,6 3,3 11,4 2,0 2,4 151<br />
NHS1 (15-19cm) 3,7 3,1 9,8 5,2 13,4 4,7 18,6 4,1 22,1 5,6 24,8 4,9 11,9 1,6 1,8 135<br />
NHS1 (23-27cm) 4,0 3,6 11,9 6,1 16,8 5,8 23,5 5,1 27,8 6,9 28,9 5,5 13,0 2,1 2,0 163<br />
NHS1 (31-35cm) 4,9 4,1 11,8 6,0 16,0 5,6 21,4 4,4 23,4 4,0 20,8 1,5 7,8 2,0 1,9 136<br />
NHS1 (39-43cm) 2,0 1,7 5,5 2,7 7,9 2,7 10,8 2,5 12,2 1,4 11,5 2,2 5,2 0,8 0,8 69,9<br />
NHS1 (47-51cm) 2,6 2,4 7,7 4,0 10,7 3,9 14,6 3,7 16,9 4,2 18,0 2,1 8,9 1,5 1,9 103<br />
NHS1 (51-55cm) 1,4 1,4 10,9 7,9 12,1 2,7 9,2 2,0 11,7 1,5 9,2 2,0 3,4 0,3 0,6 76,3<br />
NHS1 (55-59cm) 1,9 1,9 14,3 9,6 14,0 2,9 10,3 2,3 13,1 2,4 9,4 0,7 3,3 0,0 0,4 86,5<br />
NHS-N (250cm) 351 324 649 541 1054 514 1487 378 1757 270 1622 189 649 54 135 9974<br />
NHS-N (280cm) 225 225 1291 783 1399 377 1530 312 2008 203 1588 152 609 29 123 10853<br />
NHS-N (440cm) 125 104 276 146 380 120 625 109 870 89 750 63 261 16 57 3990<br />
GP1 (375cm) 702 281 1070 456 1544 386 2210 491 2894 421 3315 316 1894 88 158 16224<br />
OB1 (0-8cm) 2,0 1,3 33,4 19,2 34,5 4,2 22,5 4,5 34,9 2,4 36,4 3,2 8,2 0,9 0,0 207<br />
OB1 (16-40cm) 3,1 1,9 28,5 19,4 29,9 5,2 27,3 7,0 40,7 4,6 29,4 3,4 11,1 0,0 0,0 212<br />
OB1 (40-55cm) 3,9 1,2 55,4 25,4 33,2 6 22,5 6,1 61,3 3,9 33,1 3,4 11,3 2,2 3,9 273<br />
OB2 (0-8cm) 3,3 2,1 14,4 7,8 17,3 3,9 24,1 3,2 35,4 3,9 19,1 2,1 4,4 0,0 0,0 141<br />
OB2 (14-26cm) 6,1 8,1 11,1 25,3 13,1 4,4 9,8 3,4 18,2 2,7 17,8 1,7 7,7 0,0 0,0 129<br />
OB2 (27-45cm) 1,5 1,1 5,4 3,5 6,1 1,5 9,4 2,0 15,1 2,2 14,1 0,9 3,8 0,0 0,0 66,8<br />
OB2 (44-56cm) 1,6 1,1 9,3 6,3 9,0 1,7 10,0 2,1 15,8 1,9 11,5 0,8 2,7 0,0 0,0 74,0<br />
OB2 (57-72cm) 2,7 2,1 29,4 16,2 19,8 4,6 24,1 4,2 39,1 4,3 25,1 1,9 6,4 0,0 0,0 180<br />
OB3 (0-19cm) 2,0 1,2 8,5 6,1 11,3 2,8 15,8 3,2 21,4 2,4 17,0 0,0 5,7 0,0 1,2 98,6<br />
OB3 (20-35cm) 7,7 1,7 16,1 2,9 23,0 3,3 70,6 4,6 47,0 6,1 136 15,9 142 0,8 7,1 485<br />
OB3 (36-48cm) 2,0 2,0 29,5 20,8 29,5 4,2 21,1 4,2 32,9 4,2 32,0 0,0 7,6 0,0 0,0 190<br />
OB3 (49-71cm) 3,1 3,1 49,5 26,3 29,4 4,6 25,5 5,4 47,2 4,6 35,6 2,3 9,3 0,0 0,0 245<br />
BNS1 (0-5cm) 1,4 1,4 26,4 19,4 22,2 2,8 8,8 2,3 17,1 0,0 10,2 0,0 5,1 0,0 0,0 117<br />
BNS1 (5-10cm) 0,8 0,5 21,8 14,7 19,0 1,6 5,4 1,6 8,4 0,5 4,9 0,0 1,1 0,0 0,0 80,5<br />
BNS1 (10-20cm) 1,3 1,3 26,1 17,6 23,9 2,5 9,8 2,5 18,0 1,6 12,0 0,0 2,8 0,0 0,0 119<br />
BNS1 (20-30cm) 1,7 1,3 38,1 27,3 37,2 3,5 13,0 3,0 22,5 2,6 16,9 1,3 6,1 0,0 0,0 174<br />
BNS1 (30-40cm) 2,1 1,6 30,3 22,4 29,2 9,4 14,6 4,2 25,6 4,7 17,7 1,6 6,3 0,0 0,0 170<br />
BNS1 (40-50cm) 4,0 2,3 37,1 28,0 37,7 28,0 18,8 6,3 34,8 8,6 27,4 2,9 10,3 0,0 0,0 246<br />
BNS1 (50-58cm) 2,5 2,5 27,5 18,9 26,7 5,3 24,7 6,6 41,1 5,3 29,2 2,5 9,0 0,0 0,0 202<br />
BNS1 (58-74cm) 5,2 3,1 15,7 11,5 13,6 4,2 10,4 3,1 13,6 5,2 21,9 5,2 35,5 0,0 0,0 148<br />
BNS1 (74-98cm) 7,1 1,8 8,0 4,5 6,3 1,8 4,5 0,9 4,5 5,4 7,1 0,9 6,3 0,0 0,0 58,9<br />
BNS1 (98-112cm) 115 57,7 115 57,7 96,2 57,7 115 38,5 192 38,5 423 115 307 0,0 0,0 1730<br />
BNS1 (112-120cm) 20,0 10,0 25,0 25,0 30,0 15,0 45,0 10,0 50,0 15,0 110 10,0 90,0 0,0 0,0 455<br />
BNS1 (120-135cm) 3,3 2,2 4,3 3,3 5,7 4,3 8,7 2,2 26,1 4,3 69,6 4,3 39,1 0,0 0,0 177<br />
BNS1 (135-150cm) 6,0 3,0 5,0 4,0 6,0 4,0 9,0 5,0 14,0 3,0 30,0 7,0 21,0 0,0 0,0 117<br />
VI
APPENDIX<br />
Fortsetzung Tab. 9.1.4<br />
Probenbezeichnung<br />
n-Alkangehalte [µg/g C org ] 1)<br />
∑ 2)<br />
21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35<br />
Basistorf 1,8 1,6 37,8 23,9 29,9 3,4 13,0 3,4 45,6 1,7 13,5 1,4 4,6 0,0 0,0 181<br />
Birkenwurzelstumpf 0,6 0,7 1,5 1,6 1,3 0,4 2,9 0,4 2,9 0,3 1,2 0,4 0,5 0,0 0,0 14,7<br />
TP-BW 4,0 1,5 17,7 4,5 41,3 7,3 182 3,2 117 4,0 166 5,3 41,9 0,0 0,0 598<br />
BT1 (Baltrum) 2,2 1,1 5,6 2,6 7,4 2,6 19,7 6,3 35,0 2,6 19,7 4,8 6,7 0 0 116<br />
Seggentorf (Türkei) 0,6 0,4 0,9 0,4 0,8 0,0 0,9 0,2 0,6 0,0 0,2 0,0 0,0 0,0 0,0 4,9<br />
1) Anzahl <strong>der</strong> Kohlenstoffatome des n-Alkans.<br />
2) Summe <strong>der</strong> n-Alkangehalte in µg/g C org .<br />
Tab.9.1.5: Gehalte an Triterpenoidketonen und -alkoholen in den untersuchten Pflanzenproben.<br />
(Symbolschlüssel siehe Tab. 9.1.7)<br />
Pflanze Teil 1) Pentacyclische Triterpenoidketone und -alkohole [µg/g C org ] 2)<br />
A b c d E F G H I j K L M N O P<br />
∑ 3)<br />
Alnus<br />
glutinosa<br />
Andromeda<br />
polifolia<br />
Andromeda<br />
polifolia<br />
Andromeda<br />
polifolia<br />
Aulacomnium<br />
palustre<br />
Aulacomnium<br />
palustre<br />
Betula<br />
pubescens<br />
Betula<br />
pubescens<br />
Betula<br />
pubescens<br />
Betula<br />
pubescens<br />
Calluna<br />
vulgaris<br />
Calluna<br />
vulgaris<br />
Calluna<br />
vulgaris<br />
Carex rostrata<br />
Carex rostrata<br />
Carex rostrata<br />
Carex vesicara<br />
Cladium<br />
mariscus<br />
Erica tetralix<br />
Erica tetralix<br />
Erica tetralix<br />
Eriophorum<br />
angustrifolium<br />
Eriophorum<br />
angustrifolium<br />
RD 0 57 0 171 0 0 0 0 750 0 0 846 0 360 1917 0 4101<br />
BL 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 780 0 0 3979 4759<br />
ST+WZ 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 151 151<br />
zers.BL 0 0 0 0 0 0 0 0 89 0 0 0 40 0 0 38 167<br />
grün 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 242 242<br />
braun 0 0 328 0 0 0 401 595 544 0 0 0 363 0 0 1178 3409<br />
zers.BL 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0<br />
obere 0 0 0 0 0 0 1653 0 51916 0 1522 2739 0 325 765 0 58920<br />
RD<br />
untere 0 0 0 0 0 0 0 0 668 0 18 865 0 0 22 0 1573<br />
RD<br />
frische 0 0 0 0 0 0 89 0 39807 0 0 804 0 0 191 0 40891<br />
RD<br />
BL 0 104 0 0 0 0 1505 963 329 0 435 0 1286 0 0 689 5311<br />
ST 0 440 0 0 0 0 0 188 0 414 206 0 708 0 0 1021 2977<br />
WZ 492 577 0 0 0 0 0 155 0 655 390 0 378 0 0 385 3032<br />
BL 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0<br />
ST 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0<br />
WZ 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0<br />
BL+ST 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0<br />
BL 0 0 0 0 0 0 201 260 0 0 0 0 0 0 0 0 461<br />
BLü 0 0 0 0 0 199 11450 16569 8758 0 0 0 566 0 0 407 37949<br />
BL 0 0 0 0 0 817 33636 54642 87814 0 0 0 734 0 0 421 178064<br />
ST+WZ 0 0 0 0 0 0 2242 1062 1224 0 0 0 576 0 0 2165 7269<br />
BL 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0<br />
ST 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0<br />
Fortsetzung Tab. 9.1.5<br />
VII
APPENDIX<br />
Pentacyclische Triterpenoidketone und -alkohole [µg/g C org ] 2)<br />
Pflanze Teil 1) A b c d E F G H I j K L M N O P<br />
∑ 3)<br />
Eriophorum angustrifolium<br />
Eriophorum vaginatum<br />
Eriophorum vaginatum<br />
Eriophorum vaginatum<br />
Eriophorum vaginatum<br />
Juncus effusus<br />
Juncus effusus<br />
Lycopus europaeus<br />
Mentha aquatica<br />
Molinia caerulea<br />
Molinia caerulea<br />
Molinia caerulea<br />
Phragmites australis<br />
(Dangast)<br />
Phragmites australis<br />
(Dangast)<br />
Phragmites australis<br />
(Dangast)<br />
Phragmites australis<br />
(Edewecht)<br />
Phragmites australis<br />
(Edewecht)<br />
Phragmites australis<br />
(Edewecht)<br />
Phragmites australis<br />
(Ol-Wechloy)<br />
Phragmites australis<br />
(Ol-Wechloy)<br />
Phragmites australis<br />
(Ol-Wechloy)<br />
Phragmites australis<br />
(Ol-Wechloy)<br />
Phragmites australis<br />
(Polen)<br />
Phragmites australis<br />
(Türkei)<br />
Pinus sylvestris<br />
Pinus sylvestris<br />
Pinus sylvestris<br />
Schoenoplectus lacustris<br />
Spartina maritima<br />
Sphagnum magellanicum<br />
Sphagnum magellanicum<br />
Sphagnum palustre<br />
Sphagnum palustre<br />
Thelypteris palustris<br />
Thelypteris palustris<br />
Thelypteris palustris<br />
WZ 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0<br />
BL 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0<br />
ST 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 44 0 0 0 44<br />
WZ 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 256 150 0 79 133 618<br />
WZ-filz 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 21 21<br />
BL 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0<br />
WZ 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0<br />
BL+ST 0 0 0 0 0 0 488 948 53 0 0 41 381 0 0 0 1911<br />
BL+ST 0 0 0 0 0 0 546 831 0 0 0 0 165 0 0 0 1542<br />
BL 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0<br />
ST 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0<br />
WZ 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0<br />
BL 0 0 0 0 0 0 0 0 12 0 0 0 0 0 0 0 12<br />
ST 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0<br />
RH 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0<br />
BL 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0<br />
ST 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0<br />
RH 0 0 0 0 0 0 0 0 3 0 0 0 0 0 0 0 3<br />
BL 0 0 0 0 0 0 0 0 32 0 0 0 0 0 0 0 32<br />
ST 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0<br />
RH 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0<br />
zers.BL 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0<br />
BL 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0<br />
BL 0 0 0 0 0 0 0 0 71 0 0 0 0 0 0 0 71<br />
Nadeln 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0<br />
Zweige 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0<br />
RD 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0<br />
BL+ST 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0<br />
BL+ST 0 0 0 0 0 0 0 0 955 0 0 0 0 0 0 0 955<br />
grün 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0<br />
braun 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 35 0 0 0 0 35<br />
grün 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 23 0 0 0 0 23<br />
braun 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 24 0 0 0 0 24<br />
BL 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0<br />
ST 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0<br />
Sp.Kn. 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0<br />
VIII
APPENDIX<br />
Fortsetzung Tab. 9.1.5<br />
Pflanze Teil 1) Pentacyclische Triterpenoidketone und -alkohole [µg/g C org ] 2)<br />
A b c d E F G H I j K L M N O P<br />
∑ 3)<br />
Thelypteris palustris<br />
WZ 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 503 0 0 135 0 638<br />
zers.BL 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0<br />
Thelypteris palustris<br />
Typha latifolia<br />
BL 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0<br />
Typha latifolia<br />
WZ 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0<br />
Typha latifolia<br />
feinWZ 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0<br />
Vaccinium oxycoccus<br />
Beeren 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 366 0 0 0 366<br />
Vaccinium oxycoccus<br />
BL+ST 0 0 0 0 7748 0 1997 2739 2535 0 0 0 0 0 0 2028 17047<br />
Vaccinium oxycoccus<br />
WZ 0 448 0 0 3000 0 1134 628 1298 0 0 0 74 0 0 127 6709<br />
Vaccinium oxycoccus<br />
zers.BL 0 0 0 0 0 0 801 1246 145 0 1973 0 693 0 0 173 5031<br />
Zostera marina<br />
BL 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0<br />
Zostera noltii<br />
BL 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0<br />
1)<br />
Pflanzenteil: BL= Blätter, BLü= Blüten, ST= Stängel, RD= Rinde, WZ= Wurzeln, RH=<br />
Rhizome, Sp.Kn.= Speicherknoten, zers.BL= in Zersetzung befindliche Blätter.<br />
2)<br />
Die Buchstaben <strong>der</strong> entsprechenden quantifizierten Verbindung sind im Spaltenkopf<br />
angegeben. Symbolschlüssel s. Tabelle 9.1.7.<br />
3) Summe <strong>der</strong> identifizierten Triterpenoidalkohole und -ketone in µg/g C org .<br />
Tab. 9.1.6: Gehalte an Triterpenoidketonen und -alkoholen in den untersuchten Torf- und<br />
Sedimentproben.<br />
Proben-<br />
Pentacyclische Triterpenoidketone und -alkohole [µg/g C org ] 1)<br />
∑ 2)<br />
bezeichnung<br />
A b d E G H I j K L M N O P Q R<br />
NHS1 (0-1cm) 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0<br />
NHS1 (7-11cm) 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0<br />
NHS1 (15-19cm) 0 0 0 23 6 0 26 0 0 0 0 0 0 0 0 0 55<br />
NHS1 (23-27cm) 0 0 0 24 9 19 27 0 0 25 0 0 0 0 0 0 104<br />
NHS1 (31-35cm) 0 0 0 9 0 0 10 0 0 14 0 0 0 0 0 0 33<br />
NHS1 (39-43cm) 0 0 0 17 0 0 23 0 0 12 0 0 0 0 0 11 63<br />
NHS1 (47-51cm) 0 0 0 27 0 0 23 0 0 14 0 0 0 0 0 17 81<br />
NHS1 (51-55cm) 0 0 0 52 0 0 19 0 0 81 0 0 0 0 0 0 152<br />
NHS1 (55-59cm) 0 0 0 40 6 4 19 0 0 64 0 0 0 0 0 0 133<br />
NHS-N (250cm) 0 0 0 191 100 0 0 0 0 168 0 0 537 0 0 0 996<br />
NHS-N (280cm) 0 0 0 507 147 19 0 0 0 508 88 0 314 0 0 0 1583<br />
NHS-N (440cm) 0 0 0 502 150 40 0 0 0 386 51 0 123 0 0 0 1251<br />
GP1 (375cm) 0 0 0 1338 889 1062 3274 2406 247 3962 721 361 1162 935 0 0 16356<br />
OB1 (0-8cm) 0 0 0 0 0 0 0 12 0 0 0 0 0 0 0 0 12<br />
OB1 (16-40cm) 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0<br />
OB1 (40-55cm) 0 0 0 35 0 0 0 0 0 22 0 0 0 0 0 0 57<br />
OB2 (0-8cm) 0 1 0 2 0 0 1 0 0 2 0 0 0 0 0 0 5<br />
OB2 (14-26cm) 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0<br />
IX
APPENDIX<br />
Fortsetzung Tab. 9.1.6<br />
Proben- Pentacyclische Triterpenoidketone und -alkohole [µg/g C org ] 1)<br />
bezeichnung A b d E G H I j K L M N O P Q R<br />
1)<br />
OB2 (27-45cm) 0 0 0 20 0 0 0 0 0 5 0 0 0 0 0 0 25<br />
OB2 (44-56cm) 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0<br />
OB2 (57-72cm) 0 0 0 0 0 0 0 725 0 0 0 0 0 0 287 0 1013<br />
OB3 (0-19cm) 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0<br />
OB3 (20-35cm) 111 151 27 33 0 19 90 117 0 560 96 0 0 85 0 0 1289<br />
OB3 (36-48cm) 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0<br />
OB3 (49-71cm) 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0<br />
BNS1 (0-5cm) 0 0 0 16 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 16<br />
BNS1 (5-10cm) 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0<br />
BNS1 (10-20cm) 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0<br />
BNS1 (20-30cm) 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0<br />
BNS1 (30-40cm) 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0<br />
BNS1 (40-50cm) 0 0 0 0 0 0 0 90 0 0 0 0 0 0 0 0 90<br />
BNS1 (50-58cm) 0 0 0 19 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 19<br />
BNS1 (58-74cm) 0 151 0 65 0 0 39 155 0 879 0 0 61 0 0 0 1350<br />
BNS1 (74-98cm) 0 677 0 350 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1027<br />
BNS1 (98-112cm) 0 566 0 660 49 0 105 0 88 484 118 0 137 0 0 0 2208<br />
BNS1 (112-120cm) 0 3382 0 3954 0 0 163 0 0 409 232 0 0 0 0 0 8140<br />
BNS1 (120-135cm) 0 427 0 0 64 0 113 225 0 113 0 0 0 0 0 0 942<br />
BNS1 (135-150cm) 0 0 0 635 0 0 0 0 0 187 31 0 57 0 0 0 910<br />
Basistorf 0 0 0 69 0 0 9 0 0 93 151 0 0 10 10 0 342<br />
Birkenwurzelstumpf 0 0 0 0 0 0 460 0 0 543 0 0 54 0 0 0 1.058<br />
TP-BW 147 165 58 47 0 39 107 118 0 429 0 0 140 117 0 0 1.368<br />
BT1 (Baltrum) 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0<br />
Seggentorf (Türkei) 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0<br />
Die Buchstaben <strong>der</strong> entsprechenden quantifizierten Verbindung sind im Spaltenkopf<br />
angegeben. Symbolschlüssel s. Tabelle 9.1.7.<br />
2) Summe <strong>der</strong> identifizierten Triterpenoidalkohole und -ketone in µg/g C org .<br />
∑ 2)<br />
Tab. 9.1.7: Symbolschlüssel für die Triterpenoidalkohole und -ketone.<br />
Symbol Biomarker Systematischer Name Symbol Biomarker Systematischer Name<br />
A epi-Taraxerol Taraxer-14-en-3α-ol b Taraxerenon Taraxer-14-en-3-on<br />
E Taraxerol Taraxer-14-en-3β-ol c Ursenon Urs-12-en-3-on<br />
F δ-Amyrin Olean-13(18)-en-3β-ol d Lupenon Lup-20(29)-en-3-on<br />
G β-Amyrin Olean-12-en-3β-ol j Friedelin Friedelan-3-on<br />
H α-Amyrin Urs-12-en-3β-ol<br />
I Lupeol Lup-20(29)-en-3β-ol<br />
K Uvaol Urs-12-en-3β,28-diol<br />
L Betulin Lup-20(29)-en-3β,28-diol<br />
M Oleanolsäure Olean-12-en-3β-ol-28-carbonsäure<br />
N Betulinaldehyd 3β-Hydroxylup-20(29)-en-28-al<br />
O Betulinsäure Lup-20(29)-en-3β-ol-28-carbonsäure<br />
P Ursolsäure Ursan-12-en-3β-ol-28-carbonsäure<br />
Q Glutinol Glut-5-en-3β-ol<br />
R Lupanol Lupan-3β-ol<br />
X
APPENDIX<br />
Tab. 9.1.8: Liste <strong>der</strong> unidentifizierten Verbindungen mit diagnostischen Fragmenten.<br />
unbekannte Retentionszeit Diagnostische Fragmente (TMS) Vorkommen (Pflanze/Pflanzenteil)<br />
Verbindung (min) (Basispeak ist fett gedruckt) Blätter (BL), Stängel (ST), Wurzeln (WZ)<br />
U3 87,78 500,485,436,421,312,297,217,204 Vaccinium oxycoccus (WZ)<br />
U4 87,93 500,485,457,274,259,205,123,109 Calluna vulgaris (ST)<br />
U5 88,05 496,481,406,391,369,239,226,157,75,69 Sp. magellanicum (grüner Teil),<br />
Sp.palustre (grüner Teil)<br />
u2 88,22 424,409,273,205,189,109,95,55 Calluna vulgaris (ST)<br />
U6 88,36 498,483,393,299,229,218,204,189,109,73 Betula pubescens (Rinde, obere Schicht)<br />
U7 88,45 498,483,408,299,218,189,190,191,109 Betula pubescens (Rinde, untere Schicht)<br />
U8 89,11 498,483,393,267,191,133,73 Andromeda polifolia (BL)<br />
U9 89,35 498,483,408,393,297,218,189,173,69 Betula pubescens (Rinde, obere Schicht),<br />
Thepypteris palustris (BL)<br />
U10 89,89 496,481,355,267,223,210,170,155,96,73 Betula pubescens (Rinde, obere Schicht)<br />
U12 90,36 484,469,400,379,357,267,227,75,55 Sphagnum palustre (grüner Teil)<br />
U13 90,78 512,497,218,191,189 Erica tetralix (BL), Lycopus europaeus<br />
U14 90,77 498,483,393,69 Eriophorum vaginatum (WZ),<br />
Calluna vulgaris (BL),<br />
Lycopus europaeus, Spartina maritima<br />
U15 90,93 514,499,369,299,231,95,73 Spartina maritima<br />
U16 91,09 498,191,189,73 Cladium mariscus ,<br />
Vaccinium oxycoccus (BL)<br />
U17 91,27 498,441,356,,267,218,189,146,96 Eriophorum angustifolium (ST),<br />
Lycopus europaeus<br />
U18 91,36 498,483,393,191,73 Lycopus europaeus<br />
U19 91,84 498,483,429,393,355,341,241,218,73 Lycopus europaeus<br />
U20 91,86 498,483,369,297,218,190=189,135,95,73 Betula pubescens (Rinde, obere Schicht)<br />
U21 91,88 602,587,484,73 Eriophorum.vaginatum (WZ)<br />
U22 91,98 498,393,241,191,73 Calluna vulgaris (BL)<br />
U24 92,84 512,497,407,355,191,73 Eriophorum vaginatum (WZ)<br />
U25 92,99 498,483,470,408,341,95,73 Calluna vulgaris (BL)<br />
U26 93,17 498,483,408,393,217,189 Erica tetralix (ST, WZ)<br />
U27 93,19 600,585,570,510,495,359,189,96,73 Betula pubescens (Rinde, obere Schicht)<br />
U28 93,43 496,481,326,170 Spartina maritima<br />
u3 93,66 428,413,395,218,165,109,95,69 Calluna vulgaris (BL, WZ)<br />
U29 94,71 500,485,410,395,237,191,95,73 Calluna vulgaris (WZ)<br />
U30 94,97 498,483,400,357,310,267,189,55 Cladium mariscus, Eriophorum vaginatum,<br />
Phragmites australis, Theypteris palustris<br />
U34 96,17 598,584,569,481,277,223,210,189,170,73 Betula pubescens (Rinde, obere Schicht)<br />
u4 96,31 424,409,355,205,191,137,109,95 Calluna vulgaris (WZ)<br />
U35 96,49 498,191,189,109,69 Eriophorum vaginatum (WZ),<br />
Alnus glutinosa (Rinde)<br />
U36 96,65 526,511,436,421,393,367,95,69,55 Thelypteris palustris (BL, ST, WZ)<br />
U38 97,07 598,583,482,203,170,73 Betula pubescens (Rinde, obere Schicht)<br />
U39 97,17 528,513,320,189,133,73 Alnus glutinosa (Rinde)<br />
U40 97,23 598,583,570,320,267,203,73 Erica tetralix (WZ), Andromeda polifolia (BL)<br />
U41 97,97 600,585,569,482,355,320,203,191,189 Eriophorum vaginatum (WZ)<br />
U42 98,10 512,497,356,221,195,156,135,73 Pinus sylvestris (Rinde)<br />
U43 98,23 616,601,497,407,336,219,191,55 Calluna vulgaris (BL)<br />
U44 98,59 600,585,569,482,355,320,204,191,189,73 Eriophorum vaginatum (WZ)<br />
U45 99,15 500,485,410,279,189,95,73 Thelypteris palustris (WZ)<br />
U46 99,13 496,481,453,355,191,177,73 Thelypteris palustris (BL, ST)<br />
U47 99,77 600,585,569,482,355,320,204,191,189 Eriophorum vaginatum (WZ)<br />
U48 100,36 498,483,408,393,218,189,131,75,73 Betula pubescens (Rinde, obere + untere Schicht)<br />
U49 100,97 598,583,429,355,341,267,249,191,73 Eriophorum vaginatum (WZ),<br />
Aulacomnium palustre (brauner Teil)<br />
U50 100,93 616,601,498,320,203,191,133,73 Andromeda polifolia (BL)<br />
U51 102,19 616,601,498,320,203,191,189,133,73 Andromeda polifolia (BL)<br />
U52 103,65 526,511,356,210,195,170,131,73 Pinus sylvestris (Äste)<br />
U53 104,54 528,513,438,423,189,135,73 Pinus sylvestris (Äste)<br />
U54 107,71 598,320,203 Andromeda polifolia (BL)<br />
Verbindung RT (min) charakteristische Fragmente Vorkommen (Sedimentabschnitt)<br />
U55 93,71 602,587,451,395,73 BNS1 (58, 74, 112 cm), NHS-N (250, 280, 440 cm)<br />
U56 94,21 498,483,410,369,269,174,135,73 NHS-N (280 cm)<br />
XI
APPENDIX<br />
Tab. 9.1.9: Verwendete Reagenzien und Lösemittel.<br />
Reagenz chem. Formel Reinheitsgrad Lieferant Sitz des Lieferanten<br />
Kaliumhydroxidmonohydrat<br />
KOH·H 2 O suprapur Merck Darmstadt<br />
Kieselgel 60<br />
Merck<br />
Darmstadt<br />
(40-63 µm)<br />
Kieselgel 100<br />
Merck<br />
Darmstadt<br />
(63-200 µm)<br />
MSTFA F 3 C-CO-N(CH 3 )-<br />
CS Chromatographie<br />
Langerwehe<br />
Si(CH 3 ) 3<br />
Service<br />
Natriumsulfat Na 2 SO 4 für organische Merck<br />
Darmstadt<br />
Spurenanalyse<br />
Salzsäure HCl p.A. Sigma-Aldrich Seelze<br />
Lösemittel<br />
Dichlormethan CH 2 Cl 2 eigene Destillation<br />
n-Hexan n-C 6 H 14 für Pestizidrückstandsanalytik<br />
Isopropanol i-C 4 H 9 OH für Pestizidrückstandsanalytik<br />
Methanol CH 3 OH für Pestizidrückstandsanalytik<br />
Wasser H 2 O ISO 3696 Grad 1<br />
Spezifikation<br />
Scharlau Chemie<br />
S.A.<br />
Scharlau Chemie<br />
S.A.<br />
Scharlau Chemie<br />
S.A.<br />
Reinigung durch<br />
Elgastat Maxima<br />
Barcelona, Spanien<br />
Barcelona, Spanien<br />
Barcelona, Spanien<br />
XII
APPENDIX<br />
Tab. 9.1.10: Verwendete Geräte.<br />
Gerätebezeichnung<br />
Modellbezeichnung Hersteller Sitz des Herstellers<br />
Coulometer CM 5012 UIC Inc. Joliet, Illinois, USA<br />
Elementaranalysator EA1108 Carlo Erba GmbH Mönchengladbach<br />
Gaschromatograph HP 5890 Serie II Agilent Technologies Böblingen<br />
Deutschland GmbH<br />
Gefriertrocknungsanlagtrocknungsanlagen<br />
Christ Beta 1-8 Martin Christ Gefrier-<br />
Osterode am Harz<br />
GmbH<br />
Glas-Vakuumfiltrationsgerät<br />
16315 Sartorius AG Göttingen<br />
Isotopenmassenspektrometer<br />
MAT 252 Thermo Finnigan GmbH Egelsbach<br />
Kapillarsäule GC DB-5, 30 m Agilent Technologies Böblingen<br />
Deutschland GmbH<br />
Kapillarsäule GC/irm- Ultra-2, 25 m Agilent Technologies Böblingen<br />
MS<br />
Deutschland GmbH<br />
Kapillarsäule GC/MS HP-1 MS, 60 m Agilent Technologies Böblingen<br />
Deutschland GmbH<br />
Kaltaufgabesystem für KAS 3<br />
GERSTEL GmbH & Mühlheim an <strong>der</strong> Ruhr<br />
Gaschromatograph<br />
Co.KG<br />
Massenspektrometer MAT 95 Q Thermo Finnigan GmbH Egelsbach<br />
Planetenkugelmühle Pulverisette 5 Fritsch GmbH Idar-Oberstein<br />
Ultraschall-<br />
Sonorex Super RK BANDELIN electronic Berlin<br />
Reinigungsbad 510H<br />
GmbH & Co. KG<br />
Wasserreinigungssystem<br />
Elgastat Maxima ELGA LabWater Group High Wycombe, Bucks,<br />
England<br />
Zentrifuge 4K10 Sigma Laborzentrifugen<br />
GmbH<br />
Osterode am Harz<br />
XIII
APPENDIX<br />
9.2 MASSENSPEKTRENSAMMLUNG<br />
9.2.1 MASSENSPEKTREN AUSGEWÄHLTER UNBEKANNTER TRITERPENOIDE<br />
Abundance<br />
Abundance<br />
600000<br />
550000<br />
Scan 3565 (88.183 min): 6418NSO.D<br />
207<br />
204<br />
204<br />
u2<br />
550000<br />
500000<br />
Scan 3894 (96.318 min): 6419NSO.D<br />
207<br />
u4<br />
500000<br />
450000<br />
450000<br />
400000<br />
137 281<br />
400000<br />
350000<br />
350000<br />
95 281<br />
300000<br />
300000<br />
424<br />
250000<br />
250000<br />
200000<br />
150000<br />
100000<br />
m/z--><br />
50000<br />
0<br />
123 147<br />
69<br />
177<br />
409<br />
150000<br />
100000<br />
341<br />
50000<br />
231 257 391<br />
50 313 367<br />
496<br />
50 100 150 200 250 300 350 400 450<br />
unbekanntes Triterpenoidketon<br />
m/ z--><br />
200000<br />
0<br />
53<br />
95<br />
73<br />
205<br />
191<br />
424<br />
163<br />
341<br />
249<br />
115 187<br />
229 313 367<br />
399<br />
503<br />
50 100 150 200 250 300 350 400 450 500<br />
unbekanntes Triterpenoidketon<br />
Abundance<br />
900000<br />
800000<br />
123<br />
95<br />
U4<br />
Scan 3553 (87.886 min): 6418NSO.D<br />
Abundance<br />
160000<br />
150000<br />
140000<br />
130000<br />
55<br />
75<br />
U5<br />
Scan 3560 (88.078 min): 6982-NSO.D<br />
700000<br />
207<br />
120000<br />
110000<br />
239<br />
600000<br />
163<br />
100000<br />
500000<br />
69<br />
90000<br />
80000<br />
207<br />
496<br />
400000<br />
274<br />
70000<br />
60000<br />
300000<br />
50000<br />
40000<br />
200000<br />
30000<br />
20000<br />
100000<br />
187<br />
231253<br />
341<br />
500<br />
457<br />
10000<br />
143 299321<br />
367 395<br />
429<br />
0<br />
0<br />
50 100 150 200 250 300 350 400 450 500<br />
m/z--><br />
m/ z--><br />
unbekannter Triterpenoidalkohol<br />
95<br />
369<br />
157<br />
129<br />
281<br />
391<br />
183<br />
329<br />
307<br />
412 453<br />
50 100 150 200 250 300 350 400 450 500<br />
unbekannter Triterpenoidalkohol<br />
Abundance<br />
32000<br />
30000<br />
28000<br />
73<br />
26000<br />
24000<br />
22000<br />
20000<br />
18000<br />
16000<br />
14000<br />
12000<br />
109<br />
135<br />
Scan 3571 (88.338 min): 6916-NSO.D<br />
207<br />
189<br />
U6<br />
Abundance<br />
130000<br />
120000<br />
110000<br />
100000<br />
69<br />
90000<br />
80000<br />
70000<br />
60000<br />
50000<br />
109<br />
U9<br />
Scan 3612 (89.352 min): 6916-NSO.D<br />
393<br />
207<br />
483<br />
10000<br />
40000<br />
281<br />
8000<br />
161 498<br />
30000<br />
129 173<br />
6000<br />
187<br />
20000<br />
4000<br />
149<br />
281<br />
229<br />
10000<br />
241<br />
2000<br />
257 341 365<br />
409<br />
311<br />
89<br />
337<br />
365<br />
0<br />
0<br />
50 100 150 200 250 300 350 400 450 500<br />
50 100 150 200 250 300 350 400 450 500<br />
m/ z--><br />
m/ z--><br />
unbekannter Triterpenoidalkohol<br />
unbekannter Triterpenoidalkohol<br />
XIV<br />
498
APPENDIX<br />
Abundance<br />
60000<br />
55000<br />
U10<br />
Scan 3636 (89.946 min): 6916-NSO.D<br />
170<br />
207<br />
Abundance<br />
4000000<br />
Scan 3669 (90.753 min): 6457BIT.D<br />
189<br />
U13<br />
50000<br />
45000<br />
73<br />
496<br />
3500000<br />
40000<br />
223<br />
3000000<br />
95<br />
35000<br />
30000<br />
25000<br />
2500000<br />
2000000<br />
73<br />
135<br />
218<br />
20000<br />
1500000<br />
161<br />
m/ z--><br />
15000<br />
281<br />
10000<br />
481<br />
93 119 5000<br />
147<br />
237<br />
355<br />
0<br />
50 100 150 200 250 300 350 400 450 500<br />
unbekannter Triterpenoidalkohol<br />
m/ z--><br />
1000000<br />
281<br />
500000<br />
243<br />
383 407<br />
53 115<br />
319339<br />
359<br />
429<br />
469<br />
0<br />
50 100 150 200 250 300 350 400 450 500<br />
unbekannter Triterpenoidalkohol<br />
512<br />
Abundance<br />
1000000<br />
U14<br />
Scan 3583 (88.647 min): 6982-NSO.D<br />
393<br />
393<br />
Abundance<br />
1100000<br />
U15<br />
Scan 3676 (90.928 min): 7031-NSO.D<br />
369<br />
369<br />
900000<br />
800000<br />
700000<br />
483<br />
1000000<br />
900000<br />
800000<br />
600000<br />
500000<br />
400000<br />
300000<br />
200000<br />
100000<br />
0<br />
m/ z--><br />
55<br />
75 95 121 227<br />
175<br />
147<br />
201<br />
309<br />
269<br />
331 365 455<br />
249 289<br />
414<br />
498<br />
50 100 150 200 250 300 350 400 450 500<br />
unbekannter Triterpenoidalkohol<br />
m/ z--><br />
700000<br />
600000<br />
500000<br />
400000<br />
300000<br />
231<br />
200000<br />
95 207<br />
299<br />
73<br />
129<br />
161<br />
100000<br />
471 514<br />
187 257<br />
407<br />
53<br />
279 325347<br />
431<br />
0<br />
50 100 150 200 250 300 350 400 450 500<br />
unbekannter Triterpenoidalkohol<br />
Abundance<br />
Abundance<br />
450000<br />
400000<br />
Scan 3757 (92.929 min): 6419NSO.D<br />
207<br />
U25<br />
281<br />
1200000<br />
1100000<br />
1000000<br />
Scan 3769 (93.221 min): 6458BIT.D<br />
189<br />
189<br />
U26<br />
350000<br />
73<br />
900000<br />
300000<br />
250000<br />
95<br />
800000<br />
700000<br />
600000<br />
200000<br />
500000<br />
281<br />
m/z--><br />
150000<br />
100000<br />
50000<br />
191<br />
133<br />
157<br />
267<br />
341<br />
408<br />
181 229 249 429<br />
483<br />
498<br />
53 319<br />
379<br />
455 503<br />
0<br />
50 100 150 200 250 300 350 400 450 500<br />
unbekannter Triterpenoidalkohol<br />
m/z--><br />
400000<br />
73<br />
300000<br />
95<br />
135<br />
200000<br />
161<br />
209<br />
100000<br />
393 498<br />
115<br />
249<br />
355<br />
53 229<br />
325 429<br />
455<br />
0<br />
50 100 150 200 250 300 350 400 450 500<br />
unbekannter Triterpenoidalkohol<br />
XV
APPENDIX<br />
Abundance<br />
Abundance<br />
450000<br />
400000<br />
Scan 3828 (94.706 min): 6419BIT.D<br />
207 281<br />
U29<br />
500000<br />
450000<br />
Scan 3850 (95.250 min): 6401BIT.D<br />
207 281<br />
U30<br />
357<br />
350000<br />
73<br />
400000<br />
300000<br />
95<br />
350000<br />
250000<br />
200000<br />
150000<br />
100000<br />
50000<br />
m/z--><br />
0<br />
53<br />
191<br />
133<br />
237<br />
177<br />
267<br />
257<br />
355<br />
485<br />
157 305 325<br />
395<br />
429<br />
498<br />
505<br />
50 100 150 200 250 300 350 400 450 500<br />
unbekannter Triterpenoidalkohol<br />
300000<br />
250000<br />
200000<br />
150000<br />
100000<br />
50000<br />
m/z--><br />
0<br />
53<br />
73<br />
133<br />
96<br />
191<br />
267<br />
159 227<br />
249<br />
187 310<br />
332<br />
400<br />
429<br />
379<br />
50 100 150 200 250 300 350 400 450<br />
unbekannter Triterpenoidalkohol<br />
483<br />
498<br />
Abundance<br />
Abundance<br />
Scan 3888 (96.180 min): 6916-NSO.D<br />
73<br />
85000<br />
80000<br />
75000<br />
207<br />
170<br />
70000<br />
65000<br />
60000<br />
55000<br />
50000<br />
45000<br />
40000<br />
35000<br />
223<br />
30000<br />
25000<br />
20000<br />
15000<br />
133 281<br />
10000<br />
105<br />
m/z--><br />
U34<br />
584<br />
481<br />
569<br />
598<br />
5000<br />
241 304<br />
355<br />
391<br />
0<br />
50 100 150 200 250 300 350 400 450 500 550 600<br />
unbekannte Verbindung<br />
1200000<br />
1100000<br />
1000000<br />
900000<br />
800000<br />
700000<br />
600000<br />
500000<br />
400000<br />
300000<br />
200000<br />
m/z--><br />
100000<br />
0<br />
53<br />
73<br />
Scan 3900 (96.487 min): 6403BIT.D<br />
109<br />
207<br />
95<br />
189<br />
U35<br />
281<br />
135<br />
161<br />
187 498<br />
229 339<br />
257 385<br />
429<br />
319 365<br />
408<br />
455<br />
483<br />
50 100 150 200 250 300 350 400 450 500<br />
unbekannter Triterpenoidalkohol<br />
Abundance<br />
Abundance<br />
73<br />
80000<br />
75000<br />
70000<br />
65000<br />
60000<br />
55000<br />
50000<br />
45000<br />
40000<br />
35000<br />
30000<br />
170<br />
25000<br />
20000<br />
15000<br />
105 133<br />
10000<br />
m/z--><br />
Scan 3924 (97.070 min): 6916-NSO.D<br />
207<br />
203<br />
189<br />
223<br />
U38<br />
598<br />
281<br />
320<br />
482<br />
583<br />
5000<br />
231257<br />
393 510<br />
0<br />
50 100 150 200 250 300 350 400 450 500 550 600<br />
unbekannte Triterpenoidsäure<br />
700000<br />
650000<br />
600000<br />
550000<br />
500000<br />
450000<br />
400000<br />
350000<br />
300000<br />
m/z--><br />
250000<br />
200000<br />
150000<br />
100000<br />
50000<br />
0<br />
73<br />
Scan 3958 (97.921 min): 6403BIT.D<br />
207<br />
203<br />
189<br />
U41<br />
281<br />
133<br />
569<br />
320<br />
105<br />
482<br />
177<br />
355<br />
249<br />
553 585<br />
429<br />
393 600<br />
455<br />
512<br />
50 100 150 200 250 300 350 400 450 500 550 600<br />
unbekannte Triterpenoidsäure<br />
XVI
APPENDIX<br />
Abundance<br />
Abundance<br />
500000<br />
450000<br />
400000<br />
73<br />
Scan 3984 (98.565 min): 6403BIT.D<br />
207 281<br />
U44<br />
1100000<br />
1000000<br />
900000<br />
Scan 4008 (99.148 min): 6922NSO.D<br />
189<br />
189<br />
U45<br />
350000<br />
800000<br />
300000<br />
250000<br />
200000<br />
150000<br />
100000<br />
50000<br />
m/z--><br />
0<br />
189<br />
133<br />
107 175 267<br />
249<br />
355<br />
200000<br />
320<br />
100000<br />
429 483<br />
393 585<br />
510 600<br />
558 0<br />
50 100 150 200 250 300 350 400 450 500 550 600<br />
m/z--><br />
unbekannte Triterpenoidsäure<br />
700000<br />
600000<br />
500000<br />
400000<br />
300000<br />
95<br />
279<br />
73<br />
121<br />
149<br />
209<br />
369 410<br />
500<br />
231 341<br />
436<br />
53 485<br />
169 257<br />
299 319 389<br />
471<br />
50 100 150 200 250 300 350 400 450 500<br />
unbekannter Triterpenoidalkohol<br />
Abundance<br />
Abundance<br />
280000<br />
260000<br />
240000<br />
220000<br />
200000<br />
180000<br />
160000<br />
140000<br />
120000<br />
100000<br />
80000<br />
60000<br />
40000<br />
m/ z--><br />
20000<br />
0<br />
73<br />
96<br />
133<br />
Scan 4011 (99.233 min): 6919NSO.D<br />
207 281<br />
143<br />
191<br />
U46<br />
355<br />
177 496<br />
249 429 481<br />
157<br />
453<br />
391<br />
229<br />
325<br />
374<br />
53 303<br />
50 100 150 200 250 300 350 400 450 500<br />
m/ z--><br />
unbekannte Verbindung<br />
1100000<br />
1000000<br />
900000<br />
800000<br />
700000<br />
600000<br />
500000<br />
400000<br />
300000<br />
200000<br />
100000<br />
0<br />
73<br />
105<br />
Scan 4033 (99.777 min): 6403BIT.D<br />
207<br />
204<br />
281<br />
133 320<br />
189<br />
U47<br />
173 249 355 482<br />
585<br />
393 429<br />
457<br />
510<br />
600<br />
50 100 150 200 250 300 350 400 450 500 550 600<br />
unbekannte Triterpenoidsäure<br />
Abundance<br />
Abundance<br />
55000<br />
50000<br />
131<br />
131<br />
Scan 4056 (100.335 min): 6917-NSO.D<br />
U48<br />
220000<br />
200000<br />
73<br />
Scan 4080 (100.925 min): 6508BIT.D<br />
207 281<br />
203<br />
U50<br />
45000<br />
180000<br />
40000<br />
35000<br />
73<br />
30000<br />
207<br />
25000<br />
20000<br />
15000<br />
m/z--><br />
189 218<br />
10000<br />
95<br />
5000<br />
281<br />
498<br />
161<br />
408<br />
483<br />
187 244<br />
369393<br />
0<br />
50 100 150 200 250 300 350 400 450 500<br />
unbekannter Triterpenoidalkohol<br />
160000<br />
140000<br />
120000<br />
100000<br />
80000<br />
60000<br />
40000<br />
20000<br />
m/z--><br />
0<br />
53<br />
191<br />
133<br />
96<br />
177<br />
267<br />
249 320<br />
355 498<br />
157 391<br />
429<br />
227<br />
50 100 150 200 250 300 350 400 450<br />
483<br />
unbekannter Triterpenoidalkohol<br />
XVII
APPENDIX<br />
Abundance<br />
Abundance<br />
500000<br />
450000<br />
400000<br />
73<br />
Scan 4131 (102.186 min): 6508BIT.D<br />
207<br />
203<br />
U51<br />
281<br />
150000<br />
140000<br />
130000<br />
120000<br />
73<br />
Scan 4188 (103.590 min): 6926-NSO.D<br />
210<br />
U52<br />
526<br />
350000<br />
300000<br />
250000<br />
133<br />
320<br />
110000<br />
100000<br />
90000<br />
80000<br />
70000<br />
131<br />
195<br />
222<br />
200000<br />
150000<br />
119<br />
189<br />
60000<br />
50000<br />
40000<br />
170<br />
356<br />
187<br />
30000<br />
100000<br />
96<br />
105<br />
20000<br />
275<br />
159<br />
50000<br />
249<br />
355<br />
498<br />
10000<br />
408 227<br />
429 483<br />
235 323 51 393 421 457 495<br />
375 465 0<br />
0<br />
50 100 150 200 250 300 350 400 450 500<br />
50 100 150 200 250 300 350 400 450<br />
m/z--><br />
m/z--><br />
unbekannter Triterpenoidalkohol<br />
unbekannte Verbindung<br />
511<br />
Abundance<br />
Abundance<br />
Scan 4227 (104.555 min): 6926-NSO.D<br />
207<br />
60000<br />
U53<br />
450000<br />
55000<br />
400000<br />
50000<br />
73<br />
45000<br />
350000<br />
40000<br />
189<br />
300000<br />
35000<br />
250000<br />
30000<br />
25000<br />
135<br />
200000<br />
107<br />
528<br />
20000<br />
150000<br />
221<br />
15000<br />
161<br />
100000<br />
281<br />
10000<br />
423<br />
438<br />
513<br />
5000<br />
234<br />
50000<br />
316<br />
185 255 367<br />
391<br />
496<br />
0<br />
0<br />
50 100 150 200 250 300 350 400 450 500<br />
m/z--><br />
unbekannte Verbindung<br />
m/z--><br />
U54<br />
Scan 4354 (107.704 min): 6508BIT.D<br />
207<br />
73 203<br />
281<br />
133 320<br />
105 177 249<br />
355<br />
391 429 481 508<br />
50 100 150 200 250 300 350 400 450 500 550 600<br />
unbekannte Verbindung<br />
583<br />
570598<br />
Abundance<br />
Abundance<br />
750000<br />
700000<br />
650000<br />
73<br />
Scan 3789 (93.734 min): 7116NSO.D<br />
451<br />
U55<br />
451<br />
300000<br />
280000<br />
260000<br />
73<br />
Scan 3704 (73.176 min): 6699-NSO.D<br />
174<br />
174<br />
U56<br />
600000<br />
240000<br />
550000<br />
220000<br />
500000<br />
450000<br />
200000<br />
180000<br />
95<br />
207<br />
410<br />
400000<br />
207<br />
160000<br />
350000<br />
300000<br />
250000<br />
200000<br />
150000<br />
m/ z--><br />
95<br />
395<br />
109<br />
163<br />
133<br />
361<br />
231 281<br />
100000<br />
512<br />
587<br />
50000<br />
257<br />
422<br />
497<br />
325 484<br />
0<br />
50 100 150 200 250 300 350 400 450 500 550 600<br />
unbekannte Verbindung<br />
602<br />
140000<br />
120000<br />
100000<br />
m/z--><br />
80000<br />
60000<br />
40000<br />
20000<br />
0<br />
53 115<br />
135<br />
189<br />
218<br />
269<br />
498<br />
483<br />
229 369<br />
299<br />
345<br />
249<br />
325 389<br />
439<br />
474<br />
50 100 150 200 250 300 350 400 450 500<br />
unbekannte Verbindung<br />
XVIII
APPENDIX<br />
9.3 ERGEBNISSE DER BOTANISCHEN GROSSRESTANALYSEN<br />
a) b)<br />
c) d)<br />
e) f)<br />
g) h)<br />
Abb. 9.3.1: Mikroskopische Aufnahmen charakteristischer Großreste in den analysierten<br />
Proben. Im einzelnen a) Betula pubescens: Rindenzellen? b) Betula pubescens: Samen mit<br />
Fruchtschuppe c) Calluna vulgaris d) Calluna vulgaris: Sprossachsen e) Erica tetralix: Blattreste<br />
f) Erica tetralix: Blattreste g) Phragmites australis: Samen und h) Phragmites australis:<br />
Rhizomzellen.<br />
XIX
APPENDIX<br />
i) j)<br />
k) l)<br />
m)<br />
n)<br />
o)<br />
p)<br />
Abb. 9.3.2: i) Phragmites australis: Wurzel mit Rhizomansatz, j) Phragmites australis:<br />
Wurzelzellen, k) Schoenoplectus lacustris: Fruchtschuppe, l) Schoenoplectus lacustris, m)<br />
Sphagnum papillosum, n) Sphagnum magellanicum, o) Sphagnum palustre und Betula pubescens<br />
(Mitte) und p) Sphagnum palustre: mit Schluff besetzte Hyalinzellen.<br />
XX
APPENDIX<br />
Tab. 9.3.1: Mengenangaben <strong>der</strong> Großrestanalyse nach Grosse-Brauckmann (1962).<br />
a. Früchte und Samen, sofern keine weiteren Reste <strong>der</strong>selben Art vorkommen<br />
s<br />
m<br />
h<br />
H<br />
1 – 3 Stück<br />
4 – 5 Stück<br />
6 – 14 Stück<br />
15 Stück und mehr<br />
b. Gewebereste (Holz, Rinde, Rhizome, Wurzeln, Stengel, Blätter, usw.)<br />
+ Gewebereste in geringer Anzahl, zugleich weit weniger als 1 Vol% des<br />
Schlämmrückstandes ausmachend; Früchte und Samen fehlend o<strong>der</strong><br />
zugleich 5 Stück in <strong>der</strong> ganzen Probe<br />
1 Wie zuvor, aber Früchte und Samen zu mindestens 6 Stück o<strong>der</strong><br />
Gewebereste in größerer Anzahl, wenn auch weniger als 4 Vol%<br />
2 Gewebereste 4 – 9 Vol%<br />
3 Gewebereste 10 – 24 Vol%<br />
4 Gewebereste 25 – 49 Vol%<br />
5 Gewebereste 50 Vol% und mehr<br />
XXI
APPENDIX<br />
9.4 MOORTYPEN, MOORVEGETATION UND TORFARTEN DES HOLOZÄNS<br />
Tabelle 9.4.1: Ökologische Moortypen und ihre Kennzeichnung (Succow und Joosten, 2001)<br />
Kennzeichnung<br />
oligotroph-sauer<br />
(Sauer-Armmoore)<br />
mesotroph-sauer<br />
(Sauer-<br />
Zwischenmoore)<br />
mesotroph-subneutral<br />
(Basen-<br />
Zwischenmoore)<br />
mesotroph-kalkhaltug<br />
(Kalk-Zwischenmoore)<br />
Moornährung<br />
(Wasserzufuhr)<br />
ausschließlich bis<br />
vorherrschend<br />
Regenwasser<br />
saures<br />
Mineralbodenwasser<br />
basenreiches<br />
Mineralbodenwasser<br />
kalkhaltiges<br />
Mineralbodenwasser<br />
Moorsubstrat<br />
N in % von C (Nc)<br />
C/N Verhältnis<br />
pH (in KCl)<br />
V-Wert<br />
33<br />
≤ 4,8<br />
≤ 46<br />
3 – 4,9<br />
20 – 33<br />
≤ 4,8<br />
≤ 46<br />
3 – 4,9<br />
20 – 33<br />
4,8 – 6,4<br />
46 – 70<br />
3 – 4,9<br />
20 – 33<br />
6,4 – 8,5<br />
>70<br />
Torfbildende<br />
Offenvegetation<br />
Zwergstrauch-<br />
Wollgras-Torfmoos-<br />
Rasen<br />
Torfmoos-<br />
Seggenriede<br />
Braunmoos-Seggenriede<br />
Braunmoos-<br />
Kopfriedriede<br />
Vorherrschende<br />
Torfarten<br />
Bleichmoos-, Wollgras-,<br />
Beisen-,<br />
Reiser-, Kiefernbruchtorf<br />
Seggen-Bleichmoos-,<br />
Seggen-Wollgras-,<br />
Birkenbruchwaldtorf<br />
Braunmoos-, Seggen-<br />
Schilf-Seggentorf<br />
Schneiden-, Schilf-<br />
Seggen-, Braunmoos-,<br />
Seggen-Braunmoostorf<br />
Hydrogenetischer<br />
Moortyp<br />
Regen-, Kessel-,<br />
Versumpfungsmoor<br />
Verlandungs-,<br />
Versumpfungs-,<br />
Quell-,<br />
Durchströmungs-,<br />
Kesselmoor<br />
Durchströmungs-,<br />
Verlandungs-, Kessel-,<br />
Quellmoor<br />
Quell-, Verlandungs-,<br />
Durchströmungsmoor<br />
Landschaftsbindung<br />
Nie<strong>der</strong>schlagsreiche<br />
Gebiete:<br />
Küsten- und Mittelgebirgsraum,<br />
nördl.<br />
Alpenvorland<br />
Altmoräne, San<strong>der</strong> u.<br />
Endmoränen <strong>der</strong><br />
Jungmoräne, Kristallin<br />
<strong>der</strong> Mittelgebirge<br />
Jungmoränengebiet,<br />
Mittelgebirgsraum<br />
Jungmoränengebiet,<br />
Gebiete mit Kalkgesteinuntergrund<br />
eutroph<br />
(Reichmoore)<br />
nährstoffreiches<br />
Mineralbodenwasser<br />
>4,9<br />
APPENDIX<br />
Tab. 9.4.2: Vegetationsgeschichtliche Glie<strong>der</strong>ung des Holozäns mit 14 C-Altern vor heute, Klimaabschnitten, Pollenzonen und Angaben<br />
<strong>der</strong> Vegetation (aus Streif, 1990).<br />
14 C-Alter<br />
v.H.<br />
Klimaabschnitte 1)<br />
Calais<br />
Unterformation<br />
Pollenzonen<br />
2)<br />
Vegetation nach<br />
Pollenspektren<br />
Lithostratigraphische Glie<strong>der</strong>ung 3)<br />
2600<br />
5000<br />
8000<br />
9000<br />
10000<br />
Subantlantikum<br />
(Nachwärmezeit)<br />
Subboreal<br />
(Späte Wärmezeit)<br />
Atlantikum<br />
(mittlere Wärmezeit)<br />
Boreal<br />
(Frühe Wärmezeit)<br />
Präboreal<br />
(Vorwärmezeit)<br />
X<br />
IX<br />
VIII<br />
VII<br />
VI<br />
V<br />
IV<br />
jüngerer<br />
Teil<br />
älterer<br />
Teil<br />
jüngerer<br />
Teil<br />
älterer<br />
Teil<br />
XII<br />
XI<br />
X<br />
IX<br />
VIIIb<br />
VIIIa<br />
VII<br />
VI<br />
V<br />
Kulturspektren<br />
Mischwäl<strong>der</strong>, reich an<br />
Buchen u. Hainbuchen<br />
Eichenmischwald mit<br />
Buchen, hasel- u. kiefernarm<br />
Eichenmischwald,<br />
haselreich<br />
Eichen-Birken-Wäl<strong>der</strong>,<br />
haselreich, kiefernarm<br />
Eichen-Birken-Wäl<strong>der</strong>,<br />
kiefernreich; Erlenbrüche,<br />
haselreich<br />
Birken-Kiefern-Wäl<strong>der</strong>,<br />
eichenreich, haselarm;<br />
haselreiche Kiefernwäl<strong>der</strong><br />
Birken-Kiefern-Wäl<strong>der</strong><br />
3500<br />
7800 ?<br />
Dünkirchen<br />
Unterformation<br />
D IIIb<br />
D IIIa<br />
D II<br />
D I<br />
D 0<br />
C IV<br />
C III<br />
C II<br />
C I<br />
950<br />
1350<br />
2000<br />
3225<br />
4500<br />
5000<br />
6250<br />
Pewsum-<br />
Schichten<br />
Midlum-<br />
Schichten<br />
Dornum-<br />
Schichten<br />
Baltrum-<br />
Schichten<br />
1)<br />
nach (Firbas, 1949); 2) nach (Overbeck, 1975); 3) nach (Brand et al., 1965)<br />
XXIII
APPENDIX<br />
9.5 GLOSSAR<br />
Ästuar: Trichterförmige Flußmündung im Gegensatz zu geteilten Delta-Mündungen.<br />
Hydrographisch sind die Ä.e Grenzräume zwischen Süßwasser und Meer, bestimmt durch<br />
den Gezeiteneinfluß in den Flußunterläufen, den Salzgehalt (Brackwasser) in Flüssen und<br />
im flußmündungsnahen Meer und die Stoffverfrachtung aus dem Fließgewässer in das<br />
Meer. Biologisch wird <strong>der</strong> Lebensraum auch über den Wechsel von Faunen- und<br />
Florenanteilen aus dem Süßwasser bzw. marinen Lebensräumen gekennzeichnet. (Lozán<br />
und Kausch, 1996).<br />
Akrotelm (auf das Moor bezogen): Im A. entstehen durch Wachstum und Absterben von<br />
Pflanzenteilen die frischen organischen Substanzen. Sie sind einer im Vergleich zu den<br />
tieferliegenden Schichten intensiven aeroben und anaeroben mikrobiellen Aktivität<br />
ausgesetzt, wodurch relativ hohe Stoff- und Energieumsätze erfolgen. Langfristig befindet<br />
sich die Stoff- und Energiebilanz des Akrotelms im Gleichgewicht, weil neu gebildeter<br />
Torf später ins Katotelm übergeht. (Succow und Joosten, 2001).<br />
C 3 -Pflanzen/C 4 -Pflanzen: Es gibt eine Anzahl von Pflanzenarten, die sich bei hoher<br />
Lichtintensität durch eine erhöhte und weit effizientere Nettophotosyntheseleistung<br />
auszeichnen als die übrigen. Paradebeispiele hierfür sind etliche Gramineenarten wärmerer<br />
Gegenden, wie z.B. Mais und Zuckerrohr. Anfang <strong>der</strong> sechziger Jahre stellte H.<br />
KORTSCHAK (Hawaiian Sugar Planter's Association) fest, dass das erste Produkt <strong>der</strong><br />
Photosynthese beim Zuckerrohr nicht die C 3 -Verbindung 3-Phosphoglycerat, son<strong>der</strong>n eine<br />
Verbindung aus vier C-Atomen ist. Zwei Pflanzenphysiologen, <strong>der</strong> Australier M.D.<br />
HATCH und <strong>der</strong> Englän<strong>der</strong> C.R. SLACK, bestätigten den Befund und identifizierten die<br />
Verbindung als Oxalacetat, das durch Anlagerung eines Kohlendioxid-Moleküls an<br />
Phosphoenolpyruvat (PEP) entsteht (HATCH-SLACK-Zyklus = C 4 -Zyklus).<br />
Pflanzenarten, bei denen dieser Weg beschritten wird, nennt man C 4 -Pflanzen (respektive<br />
CAM-Pflanzen), im Gegensatz zu den C 3 -Pflanzen, bei denen das aufgenommene<br />
Kohlendioxid direkt in den CALVIN-Zyklus eingebracht wird. Das Oxalacetat wird in <strong>der</strong><br />
Mehrzahl <strong>der</strong> Fälle in Malat überführt, aus dem Kohlendioxid enzymatisch wie<strong>der</strong><br />
abgespalten wird. Dieses Kohlendioxid wird nunmehr dem Ribulose-1,5-Diphosphat<br />
zugeführt und via CALVIN-Zyklus fixiert. Anstelle von Malat tritt bei einigen Arten<br />
Aspartat als Zwischenprodukt auf: Oxalacetat + L-Glutamat > Aspartat + alpha-<br />
Ketoglutarat. Die reversible Bindung des Kohlendioxids dient ganz offensichtlich seiner<br />
Akkumulation und Speicherung. Da <strong>der</strong> Prozeß energieverbrauchend ist, kann man von<br />
einer Kohlendioxid-Pumpe sprechen. (von Sengbusch, 2002).<br />
CAM: Abk. für “Crassulacean Acid Metabolism”. Die Benennung weist darauf hin, daß<br />
dieser Stoffwechselweg vornehmlich bei den Crassulaceae (und an<strong>der</strong>en Sukkulenten)<br />
auftritt. Die chemische Reaktion <strong>der</strong> Kohlendioxid-Anreicherung gleicht <strong>der</strong> in C 4 -<br />
Pflanzen, doch sind hier die beiden Teilabläufe nicht räumlich, son<strong>der</strong>n zeitlich<br />
voneinan<strong>der</strong> getrennt. CAM-Pflanzen kommen vornehmlich in Trockengebieten vor. Ein<br />
Öffnen <strong>der</strong> Stomata zur Kohlendioxid-Gewinnung ist dort stets mit einem beson<strong>der</strong>s hohen<br />
Wasserverlust verbunden. Um ihn bei starker Sonneneinstrahlung einzudämmen bzw. fast<br />
ganz zu unterbinden (die cuticuläre Transpiration bleibt erhalten), hat sich ein<br />
Regelmechanismus entwickelt, <strong>der</strong> eine nächtliche Kohlendioxid-Aufnahme ermöglicht.<br />
Das vorfixierte Kohlendioxid wird als Malat (und Isocitrat) in Vakuolen gespeichert und<br />
tagsüber für die Photosynthese genutzt. (von Denffer et al., 1978).<br />
XXIV
APPENDIX<br />
Calais-Transgression (s.a. Zeittafel Tab. 8.5.1): Phase des nacheiszeitlichen Meeresspiegelanstiegs<br />
von ca. 6.000 bis 1800 v. Chr. Unterteilung in C I bis C IV mit dazwischenliegenden<br />
Rückgängen des Meeresspiegels bzw. Stillständen. Für den Verlauf <strong>der</strong> C.-T.<br />
wird eine Nordseespiegelanstiegsrate von ca. 50 cm pro Jahrhun<strong>der</strong>t angenommen.<br />
(Woldstedt und Duphorn, 1974).<br />
Cuticula (biol.): Dünnes Häutchen (lat. cuticula) über <strong>der</strong> äußeren Zellschicht bei Pflanzen<br />
und Tieren. (Dose et al., 1990).<br />
Dargen: Während einer Sturmflut von oberflächlich anstehenden Torfen abbrechende<br />
Brocken, die weit verdriften können. Dargen können bis über 20 m lang sein. (Behre,<br />
1982).<br />
Dünkirchen-Transgression (s.a. Zeittafel Tab. 9.4): Phase des nacheiszeitlichen<br />
Meeresanstiegs von 1500 v. Chr. bis 800 n. Chr. und später, Unterteilung in D 0 bis D III<br />
mit dazwischenliegenden Rückgängen des Meeresspiegels bzw. Stillständen. Für den<br />
Verlauf <strong>der</strong> D. wird eine Nordseespiegelanstiegsrate von ca. 15 cm pro Jahrhun<strong>der</strong>t<br />
angenommen. (Woldstedt und Duphorn, 1974).<br />
Eulitoral (Ablagerungsraum): Zum E. zählen die regelmäßig im Gezeitenrhythmus<br />
überfluteten und trockenfallenden Bereiche. Dazu gehört <strong>der</strong> relativ schmale Streifen des<br />
sog. Nassen Strandes an <strong>der</strong> Seeseite <strong>der</strong> Inseln. Ihm stehen in <strong>der</strong> Auftauchzone <strong>der</strong><br />
Watten ausgedehnte Flächen gegenüber. (Streif, 1990).<br />
Hangende: das H., Gesteinsschicht über einer Lagerstätte. (Drosdowski und<br />
Wissenschaftlicher Rat <strong>der</strong> Dudenredaktion, 1996).<br />
Höhere Landpflanzen: Als Abgrenzung zu nie<strong>der</strong>en Pflanzen wie z.B. Algen (Phycophyta)<br />
Pilze (Mycophyta) o<strong>der</strong> Moosen (Bryophyta) allgemein benutzter Begriff für<br />
gefäßbildende terrestrische Pflanzen, die wahrscheinlich im Silur (vor ca. 410 Mio. Jahren)<br />
die Kontinente besiedelten, als <strong>der</strong> atmosphärische Sauerstoffgehalt bei ca. 2% lag und<br />
eine Ozonschicht vor <strong>der</strong> schädigenden Wirkung <strong>der</strong> UV-Strahlung schützen konnte. Den<br />
Ausgangspunkt für die gesamten h.L. bilden die Farnpflanzen (Pteridophyta) durch<br />
Entwicklung <strong>der</strong> Samenbildung. (von Denffer et al., 1978; Killops und Killops, 1997).<br />
Isopren-Regel nach Ruzicka (Ruzicka et al.; 1953): Gemäß dieser Regel können bestimmte<br />
acyclische Terpene bzw. ihnen nahestehende hypothetische Verbindungen nach ionischem<br />
o<strong>der</strong> radikalischem Mechanismus oligomerisieren, sodass alle bekannten Mono-, Sesquiund<br />
Diterpene sowie im Fall von Squalen die acyclischen Vorläufer die Triterpene und<br />
Steroide in pflanzlichem und tierischem Gewebe abgeleitet werden können.<br />
(Amelingmeier, 1999).<br />
Katotelm: Unterhalb des Akrotelms liegende, ständig wassergesättigte Zone im Boden (Torf)<br />
mit stark vermin<strong>der</strong>ter biologischer Aktivität (Torferhaltungshorizont). (Succow und<br />
Joosten, 2001).<br />
Liegende: das L., Gesteinsschicht unter einer Lagerstätte. (Drosdowski und<br />
Wissenschaftlicher Rat <strong>der</strong> Dudenredaktion, 1996).<br />
Lignin: Ein hochmolekularer aromatischer Stoff, <strong>der</strong> in verholzenden Pflanzen die Räume<br />
zwischen den Zellmembranen ausfüllt und zu Holz werden läßt (Lignifizierung bzw.<br />
Verholzung). L. ist als höhermolekularer Abkömmling des Phenylpropans aufzufassen. Je<br />
nach Holzart ist <strong>der</strong> Phenylring mit ein bis zwei Methoxygruppen und die Propan-Einheit<br />
mit Hydroxygruppen substituiert. Bei Nadelhölzern findet sich ausschließlich <strong>der</strong><br />
Guajacyl-Typ, bei Laubholz außerdem <strong>der</strong> Syringyl- und Cumaryl-Typ. Der Gehalt des<br />
getrockneten Pflanzenmaterials an L. beträgt etwa 27-33% im Coniferenholz und 22% im<br />
Laubholz. Erstmals in <strong>der</strong> Stammesgeschichte tritt das Lignin nachweislich bei den<br />
XXV
APPENDIX<br />
Moosen auf. Im Boden erfolgt <strong>der</strong> Abbau durch Bakterien und Pilze zu Huminsäuren. (von<br />
Denffer et al., 1978); (Amelingmeier, 1999).<br />
Marsch: Flachlandschaft, die etwa in Höhe des Meeresspiegels an einer Wattenküste o<strong>der</strong> im<br />
Tidebereich (Tide) <strong>der</strong> Flüsse liegt. Die Bildung erfolgte durch die tidebedingte<br />
Sedimentation von Schlick und Sand. (Schachtschabel et al., 1998).<br />
Regression: Als R. wird <strong>der</strong> Rückzug des Meeres aufgrund des Absinkens des Meeresspiegels<br />
bzw. von Verän<strong>der</strong>ungen <strong>der</strong> Wassermassen <strong>der</strong> Erde z.B. bei Eiszeiten bezeichnet. (Streif,<br />
1990).<br />
Rhizom: Erdsproß. Bezeichnung für die unterirdisch vorwiegend waagerecht wachsende<br />
Sproßachse zahlreicher krautiger Pflanzen. Funktion: Nährstoffspeicherung und<br />
Überdauerung schlechter Witterungsperioden in wechselfeuchten Klimaten. R. tragen<br />
sproßbürtige Wurzeln. (von Denffer et al., 1978).<br />
Salzmarsch: Semiterrestrischer Boden, <strong>der</strong> durch Herauswachsen <strong>der</strong> Wattsedimente aus dem<br />
Bereich täglicher Überflutungen entsteht. Sie werden auch als Vorlän<strong>der</strong> o<strong>der</strong> Salzwiesen<br />
bezeichnet, wobei letzteres gleichzeitig Hinweis auf die dort wachsenden salzvertragenden<br />
Pflanzen gibt. (Schachtschabel et al., 1998).<br />
Schwimmen<strong>der</strong> Torf: Zwischen brackisch-marinen Sedimenten eingeschalteter Torf. (Streif,<br />
1990).<br />
Sublitoral (Ablagerungsraum): Das S. umfasst die ständig von Salzwasser bedeckten Zonen<br />
am Vorstrand <strong>der</strong> Inseln sowie die zwischen den Inseln verlaufenden Seegaten und die<br />
tiefen, wattseitig anschließenden Gezeitenrinnen. (Streif, 1990).<br />
Supralitoral (Ablagerungsraum): Als S. werden die nur gelegentlich von Salzwasser<br />
bedeckten Partien des sog. Trockenen Strandes auf <strong>der</strong> Seeseite <strong>der</strong> Inseln bezeichnet,<br />
denen auf <strong>der</strong> Wattseite <strong>der</strong> Inseln und an <strong>der</strong> Festlandsküste die Salzwiesen (Heller,<br />
Groden) entsprechen. (Streif, 1990).<br />
Taxonomie: Die Einordnung <strong>der</strong> Lebewesen in ein biologisches System (Dose et al., 1990).<br />
Topogenes Moor: Innerhalb eines t. M.es findet die (sehr langsame) Wasserbewegung<br />
überwiegend senkrecht innerhalb des Torfs statt. (Kaule und Göttlich, 1990). Topogen: von<br />
einem bestimmten Ort ausgehend. (Dose et al., 1990).<br />
Transgression (Überflutung): Das Vordringen des Meeres über größere Gebiete des<br />
Festlandes. (Dose et al., 1990).<br />
Trophie: Die Verfügbarkeit von Pflanzennährstoffen an einem Standort. (Succow und<br />
Joosten, 2001).<br />
- ombrotroph: regenwassergenährt<br />
- minerotroph: mineralwassergenährt<br />
Verholzung (biol.): Die V. beruht auf <strong>der</strong> Einlagerung von Holzstoffen (Ligninen) in das<br />
Cellulosegerüst <strong>der</strong> Zellwände, wobei die Wandschichten nicht selten erheblich aufquellen.<br />
So entstehen Mischkörper aus zugfester Zellulose und druckfestem Lignin. (von Denffer et<br />
al., 1978).<br />
Weichseleiszeit: Die letzte umfangreiche Vereisung Norddeutschlands. Die W. begann vor<br />
etwa 125.000 Jahren und hielt über rund 100.000 Jahre an. Ihren Höhepunkt hatte diese<br />
letzte Eiszeit vor 20.000 bis 25.000 Jahren, seit etwa 16.000 Jahren ging das Eis deutlich,<br />
aber durch Stagnationsphasen unterbrochen, zurück. Unsere heutige Nacheiszeit, das<br />
Holozän, begann. Es gleicht einer Zwischeneiszeit. Die Zwischeneiszeit (Eem-Warmzeit)<br />
vor <strong>der</strong> letzten Eiszeit dauerte etwa 11.000 Jahre, die davor liegende (Holstein-Warmzeit)<br />
XXVI
APPENDIX<br />
etwa 16.000 Jahre. Der Einfluß <strong>der</strong> W. bewirkt bis heute aktuelle Prozesse in <strong>der</strong> Natur, so<br />
findet immer noch eine Rückausbreitung einiger durch die Kälte verdrängter Arten seit<br />
dem Ende <strong>der</strong> letzten Eiszeit Richtung Norden statt. Inzwischen seltene Pflanzen in<br />
Schleswig-Holstein sind Reste von typischen Pflanzen <strong>der</strong> frühen Nacheiszeit. (Woldstedt<br />
und Duphorn, 1974), (Streif, 1993).<br />
XXVII
LEBENSLAUF<br />
Persönliche Daten:<br />
Name : Ralf Wöstmann<br />
Geburtsdatum: 20.03.1970<br />
Geburtsort : Münster/Westf.<br />
Familienstand: g.g. (glücklich geschieden)<br />
Bildungsgang:<br />
1980-1986: Hauptschule Sendenhorst<br />
1986-1989: Ausbildung zum Chemielaboranten, Universität Münster<br />
1989-1990: Zivildienst im Umweltschutz (Umweltanalytik), Universität Oldenburg<br />
1990-1994: Chemielaborant in <strong>der</strong> AG Ökochemie und Umweltanalytik, Universität<br />
Oldenburg<br />
seit 1991: Ausbil<strong>der</strong> für Chemielaboranten (AdA-Schein <strong>der</strong> IHK )<br />
1991-1994: berufsbegleiten<strong>der</strong> Besuch des Abendgymnasiums Oldenburg<br />
1994: Abitur<br />
1994-1999: Diplom-Studiengang Marine Umweltwissenschaften, Universität<br />
Oldenburg<br />
1995-1999: Studentische Hilfskraft am Institut für Chemie und Biologie des Meeres,<br />
Universität Oldenburg<br />
1996: Diplom-Vorprüfung<br />
1999-2000: Diplomarbeit „Anteil erodierter Torfe am organischen Material <strong>der</strong> Sedimente<br />
im Rückseitenwatt <strong>der</strong> Insel Spiekeroog“<br />
2000-2004: Promotionsstudium Universität Oldenburg, Arbeitsgruppe Organische<br />
Geochemie, DFG – Projekt „Küstentorfe“<br />
2004-2006: Wissenschaftlicher Mitarbeiter am Forschungszentrum Terramare, BMBF-<br />
Projekt „Riverine, estuarine and near coastal transport of natural organic<br />
carbon, case study Siak River, Sumatra, Indonesia”
Hiermit versichere ich, dass ich diese Arbeit selbstständig angefertigt und keine an<strong>der</strong>en als<br />
die angegebenen Quellen und Hilfsmittel verwendet habe.<br />
Oldenburg, den 12.04.2007