Methicillin-resistente Staphylococcus aureus - TiHo Bibliothek elib ...

Tierärztliche Hochschule Hannover
Epidemiologische Studie zum Vorkommen von MRSA
(Methicillin-resistente Staphylococcus aureus) in
ökologisch wirtschaftenden Schweinebeständen
INAUGURAL – DISSERTATION
zur Erlangung des Grades einer Doktorin der Veterinärmedizin
- Doctor medicinae veterinariae -
(Dr. med. vet.)
vorgelegt von
Ulrike Heine
Dresden
Hannover 2011

Wissenschaftliche Betreuung: Univ.-Prof. Dr. Thomas Blaha
Außenstelle für Epidemiologie Bakum
1. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. med. vet. Thomas Blaha
2. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. med. vet. Günter Klein
Tag der mündlichen Prüfung: 18.11.2011
Die Förderung des Vorhabens erfolgte aus Mitteln des Bundesministeriums für
Ernährung, Landwirtschaft und Verbraucherschutz (BMELV) über das
Bundesprogramm Ökologischer Landbau und andere Formen nachhaltiger
Landwirtschaft (BÖLN).

Veröffentlichung
Ergebnisse aus dieser Arbeit wurden in Form eines Vortrags im Rahmen der
Wissenschaftstagung Ökologischer Landbau 2011 in Gießen veröffentlicht:
HEINE, U., H. SOMMER, D. MEEMKEN, C. WERNER, A. SUNDRUM u.
T. BLAHA (2011):
Vergleichende Querschnittsuntersuchungen zum Vorkommen von MRSA (Methicillinresistente
Staphylococcus aureus) in ökologisch wirtschaftenden und konventionell
wirtschaftenden Schweinebetrieben in Deutschland.
In: „11. Wissenschaftstagung Ökologischer Landbau“,
Justus-Liebig-Universität Gießen, 16. – 18. März 2011

Meinen Eltern

Inhaltsverzeichnis
Abkürzungsverzeichnis ........................................................................V
1 Einleitung ....................................................................................... 1
2 Literaturübersicht ........................................................................... 3
2.1 Staphylococcus aureus ............................................................................ 3
2.1.1 Habitat und Pathogenese.................................................................................. 3
2.1.2 Gattungsmerkmale und Kulturmorphologie .................................................... 3
2.1.3 Biochemische Differenzierung......................................................................... 4
2.1.4 Virulenzfaktoren und Toxine ........................................................................... 4
2.1.4.1 MSCRAMMs (microbial surface components recognizing adhesive matrix
molecules) ........................................................................................................ 4
2.1.4.2 Exotoxine ......................................................................................................... 5
2.1.4.3 Superantigene................................................................................................... 6
2.2 Methicillin-resistente Staphylococcus aureus (MRSA).......................... 6
2.2.1 Entwicklung der Resistenz............................................................................... 7
2.2.2 Hypothese zum Ursprung des mecA-Gens in MRSA...................................... 7
2.3 Nachweis von Methicillin-resistenten Staphylococcus aureus (MRSA) 8
2.3.1 Kulturelle Methoden ........................................................................................ 8
2.3.1.1 Anzucht ............................................................................................................ 8
2.3.1.2 Phänotypische Resistenzbestimmung ................................................................ 8
2.3.2 Molekularbiologische Methoden ..................................................................... 9
2.3.2.1 Nachweis des mecA-Gens mittels Polymerase Kettenreaktion ....................... 9
2.3.2.2 Sequenzierung der SCCmec-Kassette.............................................................. 9
2.3.2.3 Multilocus Sequence Typing (MLST) ............................................................. 9
2.3.2.4 spa-Typisierung.............................................................................................. 10
2.3.2.5 2.3.2.5 Pulsfeldgelelektrophorese (PFGE)..................................................... 10
2.4 Einteilung, Vorkommen und Bedeutung von MRSA bei Tier und
Mensch............................................................................................... 11
2.4.1 Vorkommen und Bedeutung von MRSA bei Tieren...................................... 11
2.4.1.1 MRSA bei Schweinen.................................................................................... 11
2.4.1.2 MRSA bei Wiederkäuern............................................................................... 15
2.4.1.3 MRSA beim Geflügel .................................................................................... 15
2.4.1.4 MRSA bei Pferden ......................................................................................... 16
2.4.1.5 MRSA bei Kleintieren ................................................................................... 17
2.4.2 Vorkommen und Bedeutung von MRSA beim Menschen ............................ 18
2.4.2.1 Hospital-acquired MRSA (ha-MRSA)........................................................... 18
I

Inhaltsverzeichnis
2.4.2.2 Community-acquired MRSA (caMRSA)....................................................... 19
2.4.2.3 Livestock-associated MRSA (la-MRSA) und die Bedeutung für den
Menschen ....................................................................................................... 20
2.5 Ökologische Schweinehaltung in Deutschland..................................... 21
2.5.1 Die EG-Öko-Basisverordnung – Mindestanforderungen an die ökologische
Schweinehaltung .............................................................................................................. 22
2.5.1.1 Herkunft der Tiere.......................................................................................... 23
2.5.1.2 Haltung und Unterbringung der Tiere............................................................ 23
2.5.1.3 Futtermittel..................................................................................................... 24
2.5.1.4 Krankheitsvorsorge und tierärztliche Behandlung......................................... 24
2.5.1.5 Kontrolle ........................................................................................................ 25
2.5.2 Organisation des ökologischen Landbaus in Deutschland............................. 25
2.5.3 Tiergesundheit in der ökologischen Schweineerzeugung.............................. 28
2.5.4 Vorkommen von MRSA in ökologisch wirtschaftenden Schweinebeständen
30
3 Material und Methoden ................................................................ 31
3.1 Studienaufbau ....................................................................................... 31
3.2 Untersuchungsbestände......................................................................... 31
3.2.1 Mastbestände.................................................................................................. 33
3.2.2 Ferkelerzeugerbetriebe................................................................................... 35
3.2.3 Geschlossene Systeme ................................................................................... 36
3.3 Probenentnahme.................................................................................... 38
3.3.1 Querschnittsstudie (Phase 1).......................................................................... 38
3.3.1.1 Erster Bestandsbesuch – Probenentnahme in 42 Beständen.......................... 38
3.3.1.2 Zweiter Bestandsbesuch - Erneute Beprobung von 31 MRSA-negativdefinierten
Beständen..................................................................................... 39
3.3.2 Statistische Auswertung des Fragebogens ..................................................... 41
3.3.3 Longitudinalstudie (Phase 2).......................................................................... 41
3.3.3.1 Auswahl der Untersuchungsbestände ............................................................ 41
3.3.3.2 Probenentnahme............................................................................................. 49
3.3.3.2.1 Probenentnahme bei Schweinen .................................................................... 49
3.3.3.2.2 Beprobung der Tierumgebung ....................................................................... 51
3.3.3.2.3 Probenentnahme bei beruflich exponierten Personen.................................... 52
3.3.3.2.4 Probenentnahme bei Haustieren..................................................................... 52
3.4 Probenuntersuchung.............................................................................. 53
3.4.1 Kulturelle Untersuchung ................................................................................ 53
3.4.2 Biochemische Bestätigungsreaktionen zur Sicherung der Diagnose............. 55
II

Inhaltsverzeichnis
3.4.3 3.4.3 Molekularbiologische Diagnostik - Triplex PCR nach POULSEN
(2003)................................................................................................................ 57
3.4.4 Asservierung der durch die PCR bestätigten MRSA-Isolate ......................... 59
3.4.5 Typisierung der MRSA-Stämme ................................................................... 59
4 Ergebnisse .................................................................................... 60
4.1 Ergebnisse der Querschnittsstudie ........................................................ 60
4.1.1 Untersuchung der Staubprobe........................................................................ 60
4.1.2 Untersuchung von zehn Nasentupfern ........................................................... 60
4.1.3 Untersuchung von 50 bis 60 Nasentupfern .................................................... 60
4.1.4 Bestandsprävalenz nach der Entnahme von Staubprobe und Nasentupfern .. 61
4.2 Auswertung der Betriebsfragebögen..................................................... 62
4.2.1 Einfluss des Bestandstyps auf das Vorkommen von MRSA ......................... 62
4.2.2 Einfluss der Bestandsgröße auf das Vorkommen von MRSA....................... 63
4.2.3 4.2.3 Einfluss der Belegdichte auf das Vorkommen von MRSA .................. 64
4.2.4 Einfluss des Vorhandenseins eines Auslaufs auf den MRSA-Status............. 65
4.2.5 Einfluss der Herkunft des Futters auf den MRSA-Status .............................. 66
4.2.6 Einfluss der durchgeführten Hygienemaßnahmen auf den MRSA-Status..... 68
4.2.7 Kontakt zwischen Schweinen und Haustieren (Hunde / Katzen) .................. 73
4.2.8 Haltung anderer Tierarten .............................................................................. 74
4.2.9 Einsatz von Antibiotika.................................................................................. 75
4.3 Ergebnisse der Longitudinalstudie........................................................ 76
4.3.1 Ergebnisse der Probennahme bei Haustieren................................................. 86
4.3.2 Ergebnisse der Probennahme bei beruflich exponierten Personen und deren
Angehörigen ..................................................................................................................... 87
4.4 Spa-Typen ausgewählter MRSA-Isolate aus Querschnitts- und
Longitudinalstudie............................................................................. 89
5 Diskussion .................................................................................... 91
5.1 Bestandsprävalenz von MRSA (Querschnittsstudie)............................ 91
5.2 MRSA-Prävalenz an verschiedenen Beprobungszeitpunkten
(Longitudinalstudie) .......................................................................... 95
5.3 Vorkommen von MRSA bei beruflich exponierten Personen .............. 97
5.4 Spa-Typen ............................................................................................. 97
6 Schlussfolgerungen ...................................................................... 99
7 Zusammenfassung...................................................................... 101
8 Summary .................................................................................... 103
Literaturverzeichnis.......................................................................... 105
Tabellenverzeichnis.......................................................................... 120
III

Inhaltsverzeichnis
Abbildungsverzeichnis..................................................................... 122
Anhang ............................................................................................. 123
Danksagung...................................................................................... 132
IV

Abkürzungsverzeichnis
µg Mikrogramm
µl Mikroliter
µm Mikrometer
A. bidest. Aqua bidestilata
BfR
Bundesinstitut für Risikobewertung
BMELV
Bundesministerium für Ernährung, Landwirtschaft und
Verbraucherschutz
BÖLN
Bundesprogramm Ökologischer Landbau und andere Formen
nachhaltiger Landwirtschaft
BÖLW
Bund ökologischer Lebensmittelwirtschaft e.V.
bp
Basenpaare
caMRSA
community-acquired MRSA
cm
Zentimeter
cm²
Quadratzentimeter
CoNS
Coagulase-negative Staphylokokken
DNA
Desoxyribonukleinsäure
EARSS
European Antimicrobial Resistance Surveillance System
EDTA
Ethylendiamintetraessigsäure
EFSA
European Food Safety Authority
EG
Europäische Gemeinschaft
EU
Europäische Union
et. al.
et alii / und andere
Fa
FirmaMRSA
Fc
Fragment crystallizableST
g
Gramm
GS
Geschlossenes System
GVE
Großvieheinheit
H 2 O
Wasser
H2O2
Wasserstoffperoxid
haMRSA
hospital-acquired
Hrsg.
Herausgeber
IFOAM
International Federation of Organic Agriculture Movements
V

Abkürzungsverzeichnis
IgG
Immunglobulin G
kg
Kilogramm
l
Liter
laMRSA
livestock-associated MRSA
m² Quadratmeter
MSCRAMM microbial surface components recognizing adhesive matrix molecules
mg
Milligramm
MHB
Müller-Hinton-Bouillon
ml
Milliliter
MLST
Multi-Locus Squenz-Typisierung
mm
Millimeter
MP
Mastplätze
MRSA
Methicillin-resistente Staphylococcus aureus
MSSA
Methicillin-sensible Staphylococcus aureus
NaCl
Natriumchlorid
NaH 2 PO 4
Natriumdihydrogenphosphat
NT-MRSA non typeable MRSA
PBP
Penicillin-Bindungsprotein
PCR
Polymerase Kettenreaktion
PFGE
Pulsfeldgelelektrophorese
pmol
Pikomol
PVL
Panton-Valentine-Leukozidin
rpm
revoltutions per minute / Umdrehungen pro Minute
S. aureus Staphylococcus aureus
SCCmec
staphylococcal cassette chromosome mec
SP
Sauenplätze
spp.
species pluralis
SSSS
Staphylococcal Scaled Skin Sndrome
ST
Sequenz Typ
TSST-1 Toxisches Schock Syndrom Toxin 1
VRSA
Vancomycin-resistente Staphylococcus aureus
WZ
Wartezeit
VO
Verordnung
VI

1 Einleitung
Methicillin-resistente Staphylococcus aureus (MRSA) sind seit den 60er Jahren als
Hospitalismuskeime des Menschen in Krankenhäusern, in den letzten Jahren aber auch als
Infektionserreger außerhalb medizinischer Einrichtungen bekannt und gefürchtet. Auch in
Tierkliniken spielen MRSA als Erreger schwer therapierbarer Wundinfektionen bei Hunden,
Katzen oder Pferden eine zunehmend große Rolle.
Im Jahre 2005 wiesen VOSS et al. in den Niederlanden erstmals MRSA bei Schweinen nach
- als symptomlose Besiedler der Nasenschleimhaut. Es folgten zahlreiche Studien, die
weltweit das Vorkommen von MRSA bei Schweinen und anderen Nutztierarten untersuchten.
Dabei konnten sowohl aus Nasen- und Vaginalabstrichen von Schweinen, als auch aus der
Tierumgebung und aus Nasenabstrichen beruflich exponierter Personen wie Landwirten und
Tierärzten gehäuft MRSA eines bestimmten genetischen Typs isoliert werden: Es handelte
sich um MRSA vom Sequenz Typ (ST) 398. Auch bei anderen Nutztierarten wie Kälbern und
Broilern wurden ST398 MRSA nachgewiesen. Dieser nutztierspezifische MRSA-Klon, der
heute im epidemiologischen Komplex der livestock-associated (la) MRSA zusammengefasst
wird, unterscheidet sich in seinen Eigenschaften bezüglich Virulenzfaktoren und erworbener
Resistenzgene wesentlich von denen der hospital-acquired (ha) und community-acquired (ca)
MRSA aus der Humanmedizin. So konnte die Produktion verschiedener Virulenzfaktoren und
Toxine, wie die des Panton-Valentine-Leucocidin (PVL) oder des Toxic Shock Syndrome
Toxine-1 (TSST-1), bei nutztierassoziierten MSRA bisher nur in Einzelfällen nachgewiesen
werden. Auch eine Resistenz gegen die Antibiotika Vancomycin und Teicoplanin, die in der
Humanmedizin als Reserveantibiotika eingesetzt werden, wird bei laMRSA im Gegensatz zu
den hospital-acquired MRSA bisher nicht generalisiert nachgewiesen. Eine
Virulenzsteigerung oder die Aufnahme weiterer Resistenzgene ist jedoch, wie für S.aureus
allgemein gültig, auch hier jederzeit möglich. Demnach muss die weite Verbreitung von
MRSA bei Schweinen und beruflich exponierten Personen als Reservoir für eine potentielle
Weiterverbreitung und mögliche Steigerung der Humanpathogenität dieser laMRSA ernst
genommen werden.
1

Einleitung
Über das Vorkommen Methicillin-resistenter Staphylococcus aureus (MRSA) in ökologisch
wirtschaftenden Schweinebetrieben ist bislang wenig bekannt. Ziel dieser Arbeit soll sein, die
MRSA-Prävalenz in der ökologischen Schweinehaltung unter Einbeziehung verschiedener
Betriebsstrukturen zu untersuchen. Die Charakteristika, die die ökologische von der
konventionellen Schweinhaltung unterscheiden, sollen dabei besondere Berücksichtigung
finden und helfen, potentielle Risikofaktoren für den Eintrag und die Ausbreitung von MRSA
zu identifizieren.
2

2 Literaturübersicht
2.1 Staphylococcus aureus
2.1.1 Habitat und Pathogenese
Staphylococcus aureus ist ein weltweit verbreiteter, fakultativ pathogener Keim. Zum Habitat
des Haut- und Schleimhautbesiedlers gehören der Nasopharynx, der Respirationstrakt, der
untere Urogenitaltrakt und gelegentlich auch der Verdauungstrakt von Mensch und Tier
(QUINN et al., 2002; CARTER u. WISE, 2004).
Beim Menschen besiedelt Staphylococcus aureus vor allem die vordere Nasenhöhle als
ökologische Nische (KLUYTMANS et al., 1997). Etwa 20% der menschlichen Bevölkerung
sind dauerhaft und weitere 30% intermittierend mit S. aureus besiedelt (GORDON u. LOWY,
2008).
Der Nachweis beim gesunden Schwein gelingt aus der vorderen Nassenhöhle sowie von der
Hautoberfläche, der Vaginal- und Präputialschleimhaut, aus der Maulhöhle, dem
Respirationstrakt und dem Darm. Einer Infektion mit Staphylococcus aureus bei Schweinen
und anderen Tierarten gehen zumeist Immunsuppression, metabolische oder endokrine
Störungen sowie Traumata voraus, die eine Invasion des Erregers und seine Ausbreitung im
Gewebe ermöglichen (QUINN et al., 2002). Neben Abszessen und Pyodermien können bei
Sauen Mastitiden und Botryomykose des Euters auftreten (SELBITZ, 2002; QUINN et al.,
2002). Bei Ferkeln können Staphylococcus aureus durch Nabelabszesse aufsteigende
Infektionen in Form von Polyarthritis oder in Form einer Septikämie hervorrufen (HENTON,
2004).
2.1.2 Gattungsmerkmale und Kulturmorphologie
Bei der Gattung Staphylococcus aus der Familie der Micrococcaceae handelt es sich um
grampositive, kugelförmige Mirkoorganismen mit einem Durchmesser von 0,5 bis 1,5µm.
Der Gattungsname leitet sich vom griechischen „staphylé“, zu Deutsch „Weintraube“ ab und
beschreibt die traubenförmige, haufenartig aneinander gelagerte Anordnung der Bakterien im
Grampräparat. Die Vertreter der Gattung Staphylococcus sind katalasepositiv. Sie wachsen
fakultativ anaerob, sind unbeweglich und bilden keine Sporen (BANNERMAN, 2003;
SELBITZ, 2002). Staphylococcus spp. besitzen eine hohe Tenazität: Sie sind
widerstandsfähig gegen Hitze bis 60°C sowie Austrocknung und tolerieren
Kochsalzkonzentrationen bis 10% (GATERMANN u. MIKSITS, 2009; SELBITZ, 2002).
3

Literaturübersicht
Staphylococcus aureus wächst auf allen nicht-selektiven Nährböden. Besonders geeignet für
die Anzüchtung ist Blutagar: Nach 24stündiger Bebrütung bei 34 bis 37°C bildet der Erreger
auf Schafblutagar mittelgroße, weiße bis goldgelbe, glänzende Kolonien mit einem
Durchmesser von ca. 3mm (QUINN et al., 2002; BANNERMAN, 2003). Die gold-gelbe
Pigmentierung, die dieser Art ihren Namen gab, tritt nicht bei allen Stämmen auf. Sie ist
vornehmlich bei bovinen und humanen Stämmen anzutreffen (SELBITZ, 2002; QUINN et al.,
2002). Auf Ochsen- oder Schafblutagar zeigt Staphylococcus aureus in der Regel eine
Doppel-Hämolyse: Die Produktion von Alpha-Hämolysin bewirkt eine vollständige
Hämolyse direkt um die Kolonie, die Produktion von Beta-Hämolysin daran angrenzend eine
großflächige unvollständige Hämolyse (QUINN et al., 2002).
2.1.3 Biochemische Differenzierung
Neben der positiven Katalase- und negativen Oxidasereaktion dient der Koagulasenachweis
im Kaninchenplasma als wichtiges Merkmal zur Speziesbestimmung von Staphylococcus
aureus (BANNERMAN, 2003; GATERMANN u. MIKSITS, 2009). Die diagnostische
Abgrenzung zum ebenfalls Koagulase-positiven Staphylococcus intermedius und die
endgültige Artdiagnose ist mithilfe kommerziell erhältlicher biochemischer
Differenzierungssysteme möglich (BANNERMAN, 2003).
2.1.4 Virulenzfaktoren und Toxine
Staphylococcus aureus produziert eine Reihe von oberflächenassoziierten sowie sekretierten
Virulenzfaktoren, die die Adhäsion, Invasion und Etablierung im Wirtsgewebe ermöglichen
(GATERMANN u. MIKSITS, 2009). Durch ein Quorum-Sensing System, codiert durch den
Acessory Gene Regulator (agr), erfolgt die bedarfsgerechte Produktion der Virlulenzfaktoren
und Toxinen, abhängig von der bakteriellen Wachstumsphase: So wird beim Übergang von
der exponentiellen zur stationären Wachstumsphase die Expression der adhäsiven
Oberflächenproteine herunter, die von Exotoxinen dagegen hoch reguliert (YARWOOD u.
SCHLIEVERT, 2003).
Im Folgenden sollen einige Virulenzfaktoren, die in den verschiedenen Stadien einer
Infektion produziert werden, näher beschrieben werden.
2.1.4.1 MSCRAMMs (microbial surface components recognizing adhesive matrix
molecules)
Diese zellwandassoziierten Proteine vermitteln die Adhäsion von Staphylococcus aureus an
das Wirtsgewebe, vor allem während der Anfangsphase einer Infektion.
4

Literaturübersicht
Von den einzelnen S. aureus-Stämmen in variabler Konstellation expremiert, werden
Fibrinogen (= Clumping Factor A und B)-, Fibronektin- und Kollagen-bindende Proteine
sowie das Protein A unterschieden. (FOSTER u. HÖÖK, 1998; GORDON u. LOWY, 2008).
• Clumping Factor A und B
Der Clumping Factor vermittelt die Umwandlung von Fibrinogen zu Fibrin und aktiviert die
Gerinnungskaskade. Dies hat besondere Bedeutung bei der Wundinfektion und ermöglicht
Staphylococcus aureus die Besiedlung von fibrinogenhaltigen Oberflächen, wie Kathetern
oder prothetischem Material (FOSTER u. HÖÖK, 1998; CARTER u. WISE, 2004).
• Protein A
Protein A bindet an den Fc-Teil von Antikörpern der Klasse IgG, blockiert damit die Bindung
des Antikörpers durch den Fc-Rezeptor der neutrophilen Granulozyten und verhindert so die
Opsonierung. Damit wird die Phagozytose der Erreger behindert (GATERMANN u.
MIKSITS, 2009). Durch die Sequenzierung eines polymorphen Abschnitts des für das Protein
A codierenden Gens (spa), können Staphylococcus aureus-Isolate nach Herkunft und
epidemiologischem Zusammenhang verschiedenen spa-Typen zugeordnet werden (FRÉNAY
et al., 1996).
2.1.4.2 Exotoxine
Staphylococcus aureus produziert eine Reihe von Enzymen und Zytotoxinen, die die
Ausbreitung im Wirtsgewebe ermöglichen und Nährstoffe für das bakterielle Wachstum
bereitstellen. Dazu zählen vier Hämolysine (alpha-, beta-, gamma- und delta-Hämolysin),
Leukozidine und das Panton-Valentine-Leukozidin (PV-Leukozidin) sowie Nukleasen,
Proteasen, Lipasen, Hyaluronidase, Kollagenase, Elastase und das Enzym Staphylokinase
(DINGES et al., 2000; QUINN et al., 2002).
• Panton-Valentine-Leukozidin (PV-Leukozidin)
Panton-Valentine-Leukozidin (PVL) ist ein zytolytisches Toxin, bestehend aus zwei
Polypeptid-Komponenten, die getrennt voneinander sezerniert und durch die Gene lukS-PV
und lukF-PV codiert werden (PRÉVOST, 1995; MILES, 2002). PV-Leukozidin weist eine
hohe Affinität für polymorphkernige Leukozyten des Menschen und des Kaninchens auf:
Durch die Oligomerisierung von je vier lukS- und lukF-Untereinheiten kommt es zur Bildung
von oktameren Poren in der Zellmembran und damit zur Lyse der Leukozyten (MILES, 2002;
KANEKO u. KAMIO, 2004). Panton-Valentine Leukozidin wird von weniger als 5% der
5

Literaturübersicht
Staphylococcus aureus-Stämme produziert (LINA et al., 1999) und vor allem bei communityacquired
MRSA (ca-MRSA) nachgewiesen (VANDENESCH, 2003; WITTE, 2007). Laut
GORDON und LOWY (2008) besteht ein epidemiologischer Zusammenhang zwischen dem
Auftreten von caMRSA assoziierten Infektionen, wie invasiven Hautinfektionen und
nekrotisierenden Pneumonien, und dem Nachweis PVL-positiver MRSA-Isolate.
2.1.4.3 Superantigene
Einige Staphylococcus aureus-Stämme produzieren Superantigene, um das wirtseigene
Immunsystem zu schwächen (DINGES et al., 2000; PLATA, 2009). Durch die bipolare
Bindung an das MHC-II-Molekül der antigenpräsentierenden Zellen einerseits und an T-Zell-
Rezeptoren andererseits, wird die Zytokinproduktion stark erhöht: Es kommt zu einer
übersteigerten zellulären Immunantwort und infolge dessen häufig zu einer Schockreaktion
(JUNGI, 2000). Die Staphylokokken-Enterotoxine SEA, SEB, SECn, SED, SEE, SEG, SEH
und SEI I lösen beim Menschen Lebensmittelvergiftungen aus: Nach einer kurzen
Inkubationszeit von vier bis sechs Stunden kommt es zu Übelkeit, starkem Erbrechen und
teilweise Diarrhoe. Staphylogene Nahrungsmittelvergiftungen sind nach etwa 24 Stunden
meist selbstlimitierend (GATERMANN u. MIKSITS, 2009). Die Exfoliativ-Toxine A und B
sind Auslöser des Staphylococcal Scaled-Skin-Syndroms (SSSS), eines scharlachförmigen
Exanthems bei Säuglingen. Das von einigen S.aureus-Stämmen gebildete Toxic-Shock-
Syndrom-Toxin-1 (TSST-1) verursacht durch eine Hyperinflammation infolge exzessiver
Zytokinproduktion das akut verlaufende Toxic-Shock Syndrom des Menschen (DINGES et
al., 2000; GATERMANN u. MIKSITS, 2009).
2.2 Methicillin-resistente Staphylococcus aureus (MRSA)
Methicillin-resistente Staphylococcus aureus (MRSA) sind durch das Vorhandensein einer
mobilen genetischen Einheit, der SCCmec-Kassette definiert, welche das Resistenzgen mecA
enthält (HIRAMATSU et al., 1989; KATAYAMA et al., 2000). Das mecA-Gen codiert für
ein alternatives Penicillin-Bindungsprotein, das PBP 2a (MATSUHASHI et al., 1986). Dieses
zusätzliche Penicillin-Bindungsprotein hat eine sehr geringe Affinität für β-Lactam-
Antibiotika, gewährleistet die Aufrechterhaltung der bakteriellen Zellwandsynthese und
verursacht so Resistenz gegen Penicilline, Cephalosporine und Carbapeneme (HARTMAN u.
TOMASZ, 1981, 1984; BERGER-BÄCHI, 1999).
6

Literaturübersicht
2.2.1 Entwicklung der Resistenz
Bereits kurz nach der Markteinführung des Penicillins wurden Mitte der 1940er Jahre
Penicillin-resistente Staphylococcus aureus-Stämme nachgewiesen (KIRBY, 1944): Die
Produktion des Enzyms ß-Lactamase führte zur Hydrolyse des ß-Lactamrings und ließ die
vorhandenen Antibiotika dieser Wirkstoffgruppe unwirksam werden. Nach zunehmender
Ausbreitung Penicillin-resistenter S.aureus-Stämme in den 1950er Jahren, wurde 1960 das ß-
Lactamase-stabile Methicillin, ein halbsynthetisches Penicillin, eingeführt. Nur ein Jahr später
kamen erste Berichte von nosokomialen Infektionen mit Methicillin-resistenten
Staphylococcus aureus aus England (JEVONS, 1961; BARBER, 1961). Der erste Bericht
über MRSA beim Tier stammt aus dem Jahr 1972: DEVRIESE et al. wiesen in Belgien
MRSA im Gemelk von Mastitis-Kühen nach. Heute haben sich Stämme der Methicillinresistenten
Staphylococcus aureus weltweit ausgebreitet und durch die Aufnahme mobiler
genetischer Elemente zahlreiche weitere Resistenzen erworben. 1997 beschrieben
HIRAMATSU et al. erstmals den Fall eines aus einer Wunde isolierten MRSA-Stamms mit
reduzierter Vancomycin-Empfindlichkeit. Vancomycin galt bis dahin als sicher wirksames
Reserveantibiotikum zur Therapie von MRSA-assoziierten Infektionen. Mittlerweile sind
Vancomycin-resistente Staphylococcus aureus (VRSA) keine Seltenheit mehr (AVISON et
al., 2002).
2.2.2 Hypothese zum Ursprung des mecA-Gens in MRSA
Der Ursprung des Resistenzgens mecA der Methicillin-resistenten Staphylococcus aureus
wird im Genom von Staphylococcus sciuri vermutet (COUTO et al., 1997, 2003; WEI WU et
al., 2001; ZHOU et al., 2008). Staphylococcus sciuri ist ein vorrangig bei Nagetieren und
primitiven Säugern verbreiteter Kommensale, der ein mecA-homolges Gen enthält. Dieses
Gen kodiert für ein Protein, dass in seiner gesamten Aminosäuresequenz zu 88% mit dem
PBP 2a der MRSA übereinstimmt. In Bezug auf die, für die Zellwandsynthese grampositiver
Bakterien essentielle Transpeptidase-Domäne, beträgt die Übereinstimmung sogar 91% (WEI
WU et al., 2001; ZHOU et al., 2008). Die Mehrzahl der nativen Staphylococcus sciuri-Isolate
sind sensibel gegen β-Laktam-Antibiotika, entwickeln jedoch bei Anwesenheit von
Methicillin eine Resistenz durch die gesteigerte Expression des mecA-homologen Gens
(COUTO, 2003).
7

Literaturübersicht
2.3 Nachweis von Methicillin-resistenten Staphylococcus aureus
(MRSA)
2.3.1 Kulturelle Methoden
2.3.1.1 Anzucht
Zur direkten Anzucht oder zur weiteren Differenzierung nach Kultivierung auf
handelsüblichen Blutnährböden, werden chromogene Selektivmedien eingesetzt. Die
Aktivität spezifischer bakterieller Enzyme wird hierbei durch eine Farbänderung angezeigt.
Das Wachstum von Methicillin-sensiblen Staphylococcus aureus (MSSA) und Begleitflora
wird durch Antibiotika-Zusätze (Methicillin, Oxacillin und andere) unterdrückt (DIEDEREN
et al., 2005; MERLINO et al., 2000). In einer Studie von MALHORTA-KUMAR et al. (2010)
wurden fünf im Handel befindliche chromogene Selektivmedien hinsichtlich Sensitivität und
Spezifität des MRSA-Nachweises verglichen: Hierbei lieferte der BBL-CHROMagar (BD
Diagnostics, Heidelberg) die besten Gesamtresultate des MRSA-Nachweises bezüglich
Sensitivität und Spezifität. MRSA bildet nach 22 bis 24stündiger Bebrütung bei 37°C auf
BBL-CHROMagar (BD Diagnostics, Heidelberg) pink- bis malvenfarbene Kolonien. Die
Kultivierung auf chromogenen Selektivmedien bietet eine zuverlässige und kostengünstige
Möglichkeit des MRSA-Nachweises (MALHORTA-KUMAR et al., 2010).
2.3.1.2 Phänotypische Resistenzbestimmung
Zur phänotypischen Resistenzbestimmung MRSA-verdächtiger Isolate eignet sich neben der
Bestimmung der minimalen Hemmkonzentration für verschiedene Antibiotika ein
Agardiffusionstest. Als Testsubstanzen können Cefoxitin oder Oxacillin eingesetzt werden,
Methicillin ist in Deutschland nicht mehr im Handel. Wird eine Resistenz gegen Cefoxitin
oder Oxacillin nachgewiesen, gilt das entsprechende Isolat auch gegen alle weiteren β-
Laktam-Antibiotika als resistent. Aufgrund der höheren Sensitivität und Spezifität ist der
Cefoxitin-Agardiffusionstest, besonders bei heterogen resistenten MRSA-Stämmen, dem
Oxacillin-Agardiffusionstest vorzuziehen (JOHN et al., 2009).
8

2.3.2 Molekularbiologische Methoden
Literaturübersicht
2.3.2.1 Nachweis des mecA-Gens mittels Polymerase Kettenreaktion
Mittels der Polymerase Kettenreaktion (Polymerase Chain Reaction, PCR) können, je nach
angewendetem Verfahren, MRSA-verdächtige Isolate molekularbiologisch bestätigt oder
MRSA direkt aus klinischem Material nachgewiesen werden (POULSEN et al., 2003;
HULETSKY et al., 2004). Grundlage der heute angewendeten PCR-Verfahren ist der
gleichzeitige Nachweis des mecA-Gen und eines S. aureus-spezifischen Gens. Da auch
Koagulase-negative Staphylokokken (CoNS) ein mecA-Gen enthalten können, verhindert der
simultane Nachweis von S.aureus-spezifischen Genen wie nuc oder femA falsch positive
Nachweise (UNAL et al., 1992; VANNUFFEL et al., 1995; MAES et al., 2002; POULSEN et
al., 2003; HULETSKY et al., 2004).
2.3.2.2 Sequenzierung der SCCmec-Kassette
Die SCCmec-Kassette enthält neben dem mecA-Gen und dessen Regulatorgenen auch
sogenannte Cassette Chromosome Recombianse-Gene (ccr). Die Funktion dieser
Rekombinase-Gene besteht in der Integration und Exzision von SCCmec in das,
beziehungsweise aus dem S.aureus-Genom (KATAYAMA et al., 2000). Anhand der
heterogenen Zusammensetzung des mec- und des ccr-Genkomplexes werden derzeit acht
SCCmec-Typen unterschieden (ITO et al., 2009). Die Bestimmung des SCCmec-Typs ist bei
der epidemiologischen Differenzierung von MRSA-Isolaten hilfreich: So werden bei
nosokomialen MRSA-Stämmen die SCCmec-Typen I bis III, bei Nutztier-assoziierten
MRSA-Stämmen dagegen die SCCmec-Typen IVa und V am häufigsten nachgewiesen
(KLUYTMANS-VANDENBERGH u. KLUYTMANS, 2006; DAUM et al., 2002; DE
NEELING et al., 2007; VAN DUIJKEREN et al., 2007)
2.3.2.3 Multilocus Sequence Typing (MLST)
Grundlage des Multi Locus Sequence Typing (MLST) zur Typisierung von MRSA-Isolaten
ist die partielle Sequenzanalyse von sieben Housekeeping-Genen mittels PCR. Entsprechend
werden für jedes Isolat sieben Polymerase-Kettenreaktionen durchgeführt. Anhand der
Basenpaarmuster der variablen Abschnitte (Allele) der Housekeeping Gene lässt sich ein
Allel-Profil erstellen und der Sequenz-Typ (ST) ermitteln. Durch den Vergleich der Allel-
Profile können Rückschlüsse auf den phylogenetischen Ursprung der untersuchten Isolate
gezogen werden. Für Staphylococcus aureus sind ca. 30 verschiedene Allele für jeden
Genlocus beschrieben. Das bedeutet 30 7 , also mehr als 20 Billionen verschiedene Stämme
9

Literaturübersicht
können mittels Multi Locus Sequence Typing unterschieden werden (ENRIGHT et al., 2000;
DEURENBERG et al., 2006). Eine Internet-Datenbank ermöglicht den Vergleich der mittels
Multi Locus Sequence Typing untersuchten Isolate (www.mlst.net) und gewährleistet so die
Kontrolle über die weltweite Verbreitung und Veränderung von MRSA.
2.3.2.4 spa-Typisierung
Der molekularbiologische Nachweis des spa-Typs ist eine schnelle und weit verbreitete
Methode zur Untersuchung des epidemiologischen Ursprungs von MRSA-Isolaten
(HASMAN et al., 2010). Grundlage hierfür ist der Polymorphismus der Region X des für das
Protein A codierenden Gens spa: Durch den Vergleich der Basenpaarmuster dieser X-Region
lassen sich epidemiologische Zusammenhänge zwischen MRSA-Klonen ermitteln und derzeit
über 1200 verschiedene spa-Typen unterscheiden (FRÉNAY et al., 1996; DEURENBERG et
al., 2006). Mehrere spa-Typen können jeweils einem übergeordneten MLST-Typ zugeordnet
werden. So sind zum Beispiel MRSA-Isolate der spa-Typen t011, t034 oder t108 dem
Nutztier-assoziierten MLST-Typ 398 zuzuordnen (DE NEELING et al., 2007; VAN LOO et
al., 2007).
2.3.2.5 2.3.2.5 Pulsfeldgelelektrophorese (PFGE)
Die Analyse der gesamten chromosomalen DNA von Staphylococcus aureus mittels
Pulsfeldgelelektrophorese gilt als „gold standard“ der MRSA-Diagnostik (MURCHAN et al.,
2003; BENS et al., 2006). Grundlage dieses Verfahrens ist die Verdauung chromosomaler
DNA durch spezifische Restriktionsenzyme und die anschließende Sichtbarmachung der
DNA-Fragmente mittels Gel-Elektrophorese. Durch den Vergleich der entstandenen
Bandenmuster lassen sich auch minimale genetische Unterschiede zwischen den untersuchten
Isolaten detektieren und epidemiologische Zusammenhänge ermitteln. Bei der MRSA-
Typisierung mittels Pulsfeldgelelektrophorese wird die Endonuklease SmaI als
Restriktionsenzym eingesetzt (BENS et al., 2006). Nutztier-assoziierte MRSA-Stämme des
MLST 398 sind in der Lage, die Bindungsstellen des SmaI-Enzyms zu methylieren und damit
die Spaltung der DNA durch SmaI zu verhindern. Sie werden deshalb als non typable (NT)-
MRSA bezeichnet (BENS et al., 2006; HUIJSDENS et al., 2007). ARGUDÍN et al. (2010)
beschreiben ein Verfahren der PFGE für NT-MRSA Isolate, bei dem mithilfe eines
Neoschizomers der SmaI-Endonuklease, dem Enzym Cfr9I, die DNA von NT-MRSA Isolaten
gespalten werden kann. Die Cfr9I PFGE erlaubt einen direkten Vergleich mit SmaI-Profilen
und bietet die Möglichkeit, die chromosomale DNA der bisher nicht typisierbaren MRSA-
Isolate des Sequenz Typ 398 untereinander zu vergleichen.
10

Literaturübersicht
2.4 Einteilung, Vorkommen und Bedeutung von MRSA bei Tier und
Mensch
Neben dem weltweiten Vorkommen als Erreger nosokomialer Infektionen in Krankenhäusern
spielen Besiedlung und Infektionen durch MRSA auch außerhalb humanmedizinischer
Einrichtungen sowie bei Tieren eine zunehmend größere Rolle. Entsprechend dem
epidemiologischen Ursprung werden derzeit drei Komplexe unterschieden: Die hospitalacquired
MRSA (haMRSA), die communtiy-acquired MRSA (caMRSA) und der Komplex
der livestock-associated MRSA (laMRSA) (HADDADIN et al., 2002; VANDENESCH et al.,
2003; DE NEELING et al., 2007; VAN DUIJKEREN et al., 2008).
2.4.1 Vorkommen und Bedeutung von MRSA bei Tieren
Nach dem ersten Nachweis von MRSA bei Tieren im Jahr 1972, als DEVRIESE et al.
Methicillin-resistente Staphylococcus aureus im Gemelk an Mastitis erkrankter Milchkühe in
Belgien nachwiesen, folgten sporadische Mitteilungen über den Nachweis von MRSA bei
Pferden und in Kleintieren (HARTMAN et al., 1997; O´MAHONY et al., 2005; CUNY et al.,
2006; WALTHER et al., 2008). In den letzten Jahren gewinnt das Vorkommen der livestockassociated
(la) MRSA bei Nutztieren, insbesondere bei Schweinen, zunehmend an Bedeutung
(ARMAND-LEFEVRE et al., 2005; HUIJSDENS et al., 2006; KHANNA et al., 2006; DE
NEELING et al., 2007; VAN DUIJKEREN et al., 2008; MEEMKEN et al., 2008; BLAHA et
al., 2008a, b).
2.4.1.1 MRSA bei Schweinen
Seit dem ersten Nachweis im Jahre 2005 (VOSS et al.) berichten Autoren weltweit über das
Vorkommen von MRSA bei Schweinen (HUIJSDENS et al., 2006; DE NEELING et al.,
2007; KHANNA et al., 2007; GUARDABASSI et al., 2007; VAN DUIJKEREN et al., 2008;
MEEMKEN et al., 2008; SMITH et al., 2009; WAGENAAR et al., 2009, EFSA, 2010;
BROENS et al., 2011). Dabei handelt es sich überwiegend um livestock-associated (la)
MRSA des Multi Locus Sequence Type 398. Die meisten Berichte stammen aus den
Niederlanden: HUIJSDENS et al. untersuchten im Jahr 2006 zehn zufällig ausgewählte
Schweine eines Bestandes, nachdem bei der Ehefrau und bei der Tochter eines Landwirtes
MRSA nachgewiesen worden waren. Nach der Entnahme von Nasen-, Rachen- und
Perinealtupfern konnten bei acht von zehn Tieren ST398 MRSA mit dem dominierenden spa-
Typ t108 nachgewiesen werden. DE NEELING et al. untersuchten 2007 das Vorkommen von
MRSA bei gesunden Mastschweinen auf neun niederländischen Schlachthöfen und
11

Literaturübersicht
ermittelten eine unerwartet hohe Prävalenz: Bei 39% aller untersuchten Schlachttiere konnten
MRSA nachgewiesen werden, bei 81% der untersuchten Gruppen à zehn Schweine war
mindestens ein Tier MRSA-positiv. Alle nachgewiesenen MRSA-Isolate konnten dem Multi
Locus Sequence Typ 398 zugeordnet werden. Die dominierenden spa-Typen waren t011, t108
und t1245. In einer Studie von VAN DUIJKEREN et al. (2008) wurde das Vorkommen von
MRSA bei Schweinen verschiedener Produktionsstufen untersucht: Die Autoren ermittelten
eine Einzeltierprävalenz von 11% und konnten in sieben von 31 untersuchten Beständen
(23%) ST398 MRSA isolieren, die überwiegend den assoziierten spa-Typen t108, t011 und
t567 zugeordnet werden konnten. Dies korreliert mit den Ergebnissen der Grundlagenstudie
der European Food Safety Authority (EFSA) zur Erhebung der Prävalenz Methicillinresistenter
Staphylococcus aureus in Haltungsbetrieben mit Zuchtschweinebeständen in der
EU, in der insgesamt 1600 Zucht- und 3473 Produktionsbetriebe in der Europäischen Union,
Norwegen und der Schweiz mittels Entnahme von Umweltstaubproben auf das Vorkommen
von MRSA untersucht wurden. Anhand der Typisierung aller MRSA-Isolate konnte der spa-
Typ t011 als der am häufigsten verbreitete spa-Typ in der EU identifiziert werden.
Bei den MRSA-positiven Beständen aus der Studie von VAN DUIJKEREN et al. (2008)
handelte es sich um drei Mast- und drei Zuchtbetriebe sowie ein geschlossenes System. Im
zweiten Teil ihrer Studie untersuchten die Autoren sechs Zuliefererbetriebe der MRSApositiven
Bestände und konnten in fünf von sechs dieser Betriebe ebenfalls MRSA derselben
oder nahe verwandter spa-Typen nachweisen. Aus dieser Tatsache schlussfolgern die Autoren
eine Übertragung von MRSA innerhalb der Produktionskette.
In einer aktuellen niederländischen Studie von BROENS et al. (2011) wurden 201
Schweinebestände mittels der Entnahme von je fünf Umgebungsstaubproben und je 60
Nasenabstrichen untersucht. Die Untersuchung der Umgebungsproben im Einzelansatz sowie
die Untersuchung der Nasenabstriche in zehn Pools zu je sechs Tupfern ergab eine
vergleichsweise hohe MRSA-Prävalenz in Abhängigkeit der untersuchten Produktionsstufe
von 67% in Zucht- und 71% in Mastbeständen. Die Autoren untersuchten den Einfluss
mehrerer Umweltfaktoren auf den MRSA-Status, konnten jedoch weder in Bezug auf den
Einsatz von Antibiotika, noch in Bezug auf das Hygienemanagement der Bestände einen
signifikanten Zusammenhang zum MRSA-Status herstellen. Ein solcher ließ sich gleichwohl
in Bezug auf die Größe des Bestandes ableiten: So waren von den Beständen, die maximal
250 Sauen hielten, nur rund 40% MRSA-positiv. Unter den größeren Beständen mit mehr als
500 Tieren wurde dagegen eine Prävalenz von über 80% nachgewiesen. BROENS et al.
(2011) sehen die Bestandsgröße als einen wichtigen Einflussfaktor auf den MRSA-Status
12

Literaturübersicht
eines Bestandes an, der gleichzeitig eine feste Kombination weiterer Faktoren wie
Besatzdichte oder Hygiene-Management darstellt, denen die Autoren, einzeln betrachtet,
keinen signifikanten Einfluss zuschreiben.
Den positiven Zusammenhang zwischen steigender Bestandsgröße und dem gehäuften
Nachweis von MRSA stellt auch die Grundlagenstudie der European Food Safety Authority
(EFSA) zur Erhebung der Prävalenz Methicillin-resistenter Staphylococcus aureus in
Zuchtschweinebeständen in der Europäischen Union, Norwegen und der Schweiz her (EFSA,
2010).
Neben Studien, die das Vorkommen von MRSA bei Schweinen in Westeuropa belegen,
(GUARDABASSI et al., 2007; DE NEELING et al., 2007; VAN DUIJKEREN et al., 2008;
HARLIZIUS, 2008; MEEMKEN et al., 2008; NATHAUS et al., 2010; FRICK, 2010),
wurden auch in Kanada, den USA und China entsprechende Untersuchungen durchgeführt
(KHANNA et al., 2007; SMITH et al., 2009; WAGENAAR et al., 2009). KHANNA et al.
(2007) untersuchten die MRSA-Prävalenz bei Schweinen und beruflich exponierten Personen
in der ostkanadischen Provinz Ontario: Dabei wurden bei 71 von 285 Tieren und in neun der
20 Bestände MRSA nachgewiesen, was einer Prävalenz von 25% auf Einzeltier- und 45% auf
Bestandsebene entspricht. Die Autoren konnten keine signifikanten Prävalenzunterschiede
zwischen den verschiedenen Altersstufen feststellen. SMITH et al. (2009), die erstmals das
Vorkommen von MRSA in den USA untersuchten, kommen zu einem anderen Ergebnis: Hier
sank die MRSA-Prävalenz mit steigendem Alter der Tiere: So waren 100% der neun bis zwölf
Wochen alten Schweine, jedoch nur 36% der Endmast-Tiere eines Bestandes MRSA-positiv.
Den ersten MRSA-Nachweis in der Haltungsumwelt chinesischer Schweinebestände
erbrachten WAGENAAR et al. (2009). Die Autoren isolierten in fünf von neun Beständen
MRSA mittels der Entnahme von Staubproben. Alle MRSA-Isolate wurden dem selten
vorkommenden spa-Typ t899 zugeordnet, der mit dem Multi Locus Sequence Typ 9 assoziiert
ist. Anhand dieses Ergebnisses schlussfolgern die Autoren, dass die Klonalität
nutztierassoziierter MRSA-Stämme nicht auf den überwiegend nachgewiesenen Sequence
Typ 398 beschränkt bleibt. Über ein bis ins Jahr 2004 rückverfolgbares Vorkommen von
MRSA bei Schweinen in Deutschland, berichten BLAHA et al. (2008). Dabei wurden 138
asservierte klinische Staphylococcus aureus-Isolate von Sektionsschweinen aus den Jahren
2004 bis 2007 untersucht. Aus jedem Jahr konnten zwischen 30 und 55% der Isolate als
MRSA identifiziert und die hierbei nachgewiesenen spa-Typen ausnahmslos dem Multi Locus
Sequence Typ 398 zugeordnet werden. In einer Studie an Sektionsschweinen zum
Vorkommen von MRSA in nordwestdeutschen Schweinebeständen, untersuchten
13

Literaturübersicht
MEEMKEN et al. (2008) im Jahre 2007 insgesamt 678 Tiere aus 347 Beständen auf eine
nasale Besiedlung mit MRSA. Die Autoren ermittelten eine Einzeltierprävalenz von 13%
sowie eine Bestandsprävalenz von 18%. Hierbei konnten alle MRSA-Isolate der klonalen
Linie ST398 zugeordnet werden. Im Rahmen aktueller Studien zum Vorkommen und zur
Kolonisationsdynamik von MRSA in Mast- und Zuchtschweinebeständen in Nordwest-, Ostund
Süddeutschland wurden vergleichsweise hohe Prävalenzwerte ermittelt: Bei der
Untersuchung von Mastschweinebeständen in Nordwest- und Ostdeutschland wurden in 39
von 48 Beständen MRSA durch die Entnahme von Umgebungsstaubproben nachgewiesen
(BROCKERS, 2011). Dies entspricht einer Bestandsprävalenz von 81%. Die mithilfe von
Nasenabstrichen ermittelte durchschnittliche Intraherdenprävalenz lag bei 49%. Die
Ergebnisse einer Studie zum Vorkommen und zur Kolonisationsdynamik von MRSA in
Süddeutschland zeigen einen positiven MRSA-Nachweis mittels Staubproben in 12 von 18
untersuchten Schweinebeständen verschiedener Produktionsstufen. Entsprechend betrug hier
die Prävalenz auf Bestandsebene 67% (FISCHER, 2011). In der Region Nordwestdeutschland
untersuchten NATHAUS et al. im Jahre 2010 die Intraherdenprävalenz von MRSA sowie
Methicillin-sensiblen Staphylococcus aureus (MSSA) in zwei unabhängig voneinander
wirtschaftenden Sauenbeständen. Die Autoren zeigen einen Zusammenhang zwischen dem
MRSA-Nachweis bei Ferkeln zum Zeitpunkt der Geburt und dem positiven MRSA-Status der
Muttersau auf. Die Ergebnisse einer Studie von MOODLEY et al. (2010) belegen die These
der perinatalen Übertragung von MRSA. Nach einer experimentellen vaginalen Kolonisation
hochtragender Sauen mit ST398 und ST9 MRSA, konnten die Autoren bei allen
neugeborenen Ferkeln ein MRSA-Trägertum nachweisen. Die im Rahmen einer Studie zum
Vorkommen und zur Kolonisationsdynamik von MRSA in Zuchtschweinebeständen in
Nordwestdeutschland vorgestellten Ergebnisse untermauern diese These: MEYER (2011)
untersuchte sechs Ferkelerzeugerbestände in Niedersachsen und Nordrhein-Westfalen. Der
Autor stellte dabei eine signifikant höhere Kolonisationsrate bei den neugeborenen Ferkeln
derjenigen Sauen fest, bei denen eine Besiedlung mit MRSA um den Zeitpunkt der Geburt
nachgewiesen werden konnte.
Aus den bisher vorgestellten Studien geht MRSA vorwiegend als symptomloser
Schleimhautbesiedler klinisch gesunder Tiere hervor, jedoch konnten in einigen Fällen la-
MRSA auch in Verbindung mit Infektionen beim Schwein isoliert werden (VAN
DUIJKEREN et al., 2008; SCHWARZ et al., 2008). In diesem Zusammenhang wurden
Hautinfektionen, wie exudative Dermatitis bei Ferkeln (VAN DUIJKEREN et al., 2008)
14

Literaturübersicht
sowie Infektionen des Urogenitaltrakts, des Uterus und des Gesäuges beobachtet (SCHWARZ
et al., 2008).
2.4.1.2 MRSA bei Wiederkäuern
Der erste Bericht über MRSA bei Wiederkäuern stammt von DEVRIESE et al. aus dem Jahr
1972. Jüngere Berichte über den Nachweis von MRSA bei Rindern und Kälbern kommen aus
Korea (LEE et al., 2003), Ungarn (JUHÁSZ-KASZANYITZKY et al., 2007), Belgien
(VANDERHAEGHEN et al., 2010) und den Niederlanden (GRAVELAND et al., 2010). Den
Beweis für eine Übertragung von MRSA zwischen Milchrindern und einem Tierpfleger
erbringen JUHÁSZ-KASZANYITZKY et al. (2007), die MRSA sowohl in Milchproben, als
auch bei einem Mitglied des Stallpersonals nachwiesen. Das humane Isolat wies ebenso wie
die bovinen MRSA-Isolate den seltenen spa-Typ t127 auf, der in diesem Zusammenhang
erstmals in Ungarn nachgewiesen wurde. Eine Studie von VANDERHAEGHEN et al. (2010)
ermittelte in Milchproben von 118 Milchviehbeständen mit Mastitis-Problemen einen MRSA-
Anteil aller S.aureus-Isolate von 9,3%. Die Intraherdenprävalenz in den untersuchten
Beständen betrug dabei zwischen Null und 7,4%. Die molekularbiologische Differenzierung
der Isolate ergab die SCCmec-Elemente vom Typ IVa und V. Alle MRSA-Isolate konnten
dem Multi Locus Sequence Typ 398 zugeordnet werden, der spa-Typ t011 wurde bei zehn,
der spa-Typ t567 bei einem Isolat nachgewiesen. GRAVELAND et al. (2010) ermittelten in
den Niederlanden eine MRSA-Prävalenz von 28% bei Mastkälbern, mit mindestens einem
positiven MRSA-Nachweis in 88% der unersuchten Bestände. Ein gleichzeitiges Screening
der Landwirte und deren Familien ergab eine MRSA-Prävalenz bei 33% der Landwirte und
bei 8% der Familienmitglieder. Der überwiegende Teil der MRSA-Isolate war den, mit dem
Multi Locus Sequence Typ 398 assoziierten spa-Typen t011 (80%) und t034 (8%)
zuzuordnen, wobei die humanen Isolate stets genetisch mit denen der Kälber des jeweiligen
Bestandes übereinstimmten. Die Zeit, die die Landwirte wöchentlich im Stall verbrachten
korrelierte ebenso positiv mit dem Nachweis von MRSA, wie die Anzahl positiver Tiere im
Bestand des jeweiligen Landwirtes. Die Autoren stellten einen Anstieg der MRSA-Prävalenz
bei Kälbern nach dem Einsatz von Antibiotika fest und sahen einen positiven Zusammenhang
zwischen gutem Hygienemanagement und einer geringeren MRSA-Prävalenz.
2.4.1.3 MRSA beim Geflügel
In Korea untersuchte LEE (2003) das Vorkommen von MRSA in Fleisch, Kot, Futter,
Gelenksflüssigkeit und der Trachea von Geflügel und isolierten 53 S.aureus-Isolate. Davon
wurden drei als MRSA identifiziert. Zwei stammten von Tieren mit Gelenksentzündung und
15

Literaturübersicht
eines wurde aus einer eitrigen Wunde isoliert. Den ersten Nachweis von livestock-associated
MRSA bei klinisch gesunden Masthähnchen erbringen NEMATI et al. (2008) in Belgien. In
fünf von 39 Hähnchenfarmen wiesen die Autoren MRSA des Multi Locus Sequence Typ 398
aus Nasenhöhlen- und Kloakenabstrichen nach. Die Mehrzahl der Isolate konnte dem spa-Typ
t011 (8/10), die übrigen dem spa-Typ t567 (2/10) zugeordnet werden. Ebenfalls in Belgien
führten PERSOONS et al. (2009) eine Studie bei 50 Legehennen und 75 Broilern durch und
isolierten bei acht Broilern MRSA vom Sequenz Typ 398. Bei den untersuchten Legehennen
konnten dagegen kein MRSA-Nachweis erbracht werden. Das Vorkommen von MRSA in
deutschen Geflügelmastbeständen untersuchte DULLWEBER (2010). Im Rahmen dieser
Studie wurden insgesamt 30 norddeutsche Hähnchenmastbetriebe mittels
Umgebungsstaubproben untersucht. In acht der 30 Bestände erfolgt die zusätzliche
bakteriologische Untersuchung von Trachealtupferproben von jeweils 20 Tieren in Form von
Poolproben. Im Ergebnis waren 32% der Umgebungsstaubproben MRSA-positiv. Anhand der
Untersuchung Trachealpoolproben wurde eine MRSA-Prävalenz 63% festgestellt, die
deutlich über den von NEMATI et al. (2008) und PERSOONS et al. (2009) publizierten
Werten liegt.
2.4.1.4 MRSA bei Pferden
Methicillin-resistente Staphylococcus aureus bei Pferden wurden in den letzten Jahren vor
allem im Zusammenhang mit postoperativen Wundinfektionen nachgewiesen (HARTMANN
et al., 1997; SEGUIN et al. 1999; O´MAHONY et al., 2005; CUNY et al., 2006; VAN
DUIJKEREN et al., 2010). In mehreren Studien wurden zudem Kontaktpersonen,
beziehungsweise Personal in Pferdekliniken auf eine Besiedlung mit MRSA untersucht: So
konnten SÉGUIN et al. bereits 1999 MRSA aus Nasenabstrichen von Mitarbeitern einer
Pferdeklinik nachweisen. Die Autoren vermuteten einen gemeinsamen genetischen Ursprung
der Isolate von Pferden und Klinikpersonal. O´MAHONY et al. (2005) wiesen bei infizierten
Pferden und den betreuenden Personen MRSA vom gleichen Genotyp nach, der jedoch
keinem der bekannten humanen MRSA-Stämme entsprach. CUNY et al. (2006) führten eine
Studie zum Vorkommen von MRSA in der Pferdeklinik der Veterinärmedizinischen Fakultät
der Universität Wien durch: Im Rahmen der bakteriologischen Untersuchung von klinischem
Material aus infizierten Wunden und Gelenken konnten von 2003 bis 2005 unter 97 S.aureus-
Isolaten 24 als MRSA identifiziert werden. Überdies wurden 43 Mitarbeiter der Pferdeklinik
mittels Nasentupfern auf eine Besiedlung mit MRSA untersucht und bei zwei Tierärzten
MRSA nachgewiesen. Im Zuge der Studie wurde zusätzlich ein Screening von 24 Pferden
durchgeführt, wonach bei nur einem Tier eine nasale Besiedlung festgestellt werden konnte.
16

Literaturübersicht
Bei der Makrorestriktionsanalyse der equinen und humanen Isolate zeigten sich
übereinstimmende Bandenmuster, die überwiegend dem Sequenz Typ 254 zugeordnet werden
konnten. ST254 MRSA waren in der Vergangenheit vor allem als humane Stämme mit
nosokomialen Infektionen in Verbindung gebracht worden. Die von CUNY et al. (2006)
untersuchten ST254 Isolate unterschieden sich jedoch bezüglich der gefundenen spa- und
SCCmec-Typen (SCCmec IVd) von den nosokomialen ST254 MRSA früherer Studien.
Daraus schließen die Autoren eine vom Menschen unabhängige Ausbreitung des ST254-
Klons in der Pferdepopulation. Über einen erheblichen Anstieg des Anteils der MRSA-Isolate
an der Gesamtheit der equinen S.aureus Isolate von 0% in 2002 auf 37% in 2008 bei Pferden
in den Niederlanden berichten VAN DUIJKEREN et al. (2010). Im Rahmen selbiger Studie
wurde unter anderem ein zweiphasiges Screening der Patienten der Pferdeklinik der
Veterinärmedizinischen Fakultät an der Universität Utrecht durchgeführt und
Umgebungsproben von Behandlungsräumen und Stallungen untersucht. Das Screening von
259 Pferden vor der Einweisung in die Klinik ergab eine MRSA-Prävalenz von 9%. Während
des Klinikaufenthalts wurde eine MRSA-Prävalenz von 42% ermittelt, was für eine
nosokomiale Übertragung spricht. Bei 53% der Umgebungsproben wurden ebenfalls MRSA
nachgewiesen. Im Zeitrahmen der Studie wiesen die Autoren einen Anstieg von MRSA-
Isolaten des spa-Typs t011 nach, der dem Sequenz Typ 398 zuzuordnen ist. ST398 MRSA
sind, nicht nur in den Niederlanden, bei Schweinen und Kälbern weit verbreitet. VAN
DUIJKEREN et al. (2010) sehen eine mögliche Erklärung der hohen Prävalenz dieses
Subtyps in der direkten Übertragung von MRSA durch Nutztiere, die auf den Höfen oft
gemeinsam mit Pferden gehalten werden sowie durch Tierärzte, die sowohl Pferde als auch
Nutztiere behandeln.
2.4.1.5 MRSA bei Kleintieren
Untersuchungen über das Vorkommen von MRSA bei Hunden, Katzen und anderen
Heimtieren sind nicht zuletzt unter dem Aspekt der möglichen Übertragung von MRSA durch
den engen Kontakt zwischen Mensch und Haustier von immer größerer Bedeutung
(LOEFFLER et al., 2010).
In einer Studie von WALTHER et al. (2008) in der Kleintierklinik der veterinärmedizinischen
Fakultät an der Freien Universität Berlin wurden 869 Proben verschiedenster Tierarten
untersucht. Der größte Anteil (78%) stammte dabei aus Wundmaterial: Bei 8% der Hunde,
10% der Katzen und 2% der untersuchten Ziervögel wurde MRSA aus Wundinfektionen
nachgewiesen. Auch bei Kaninchen und Meerschweinchen sowie einem Papagei, einer
Schildkröte und einer Fledermaus konnten MRSA isoliert werden. Die Analyse der Isolate
17

Literaturübersicht
mittels Pulsfeldgelelektrophorese und anschließender MLST-Typisierung ergab ein gehäuftes
Auftreten von MRSA des Multi Locus Sequence Typ 22. Bei der SCCmec-Typisierung der
Isolate konnte, abgesehen von zwei nicht typisierbaren, bei allen Isolaten ein SCCmec-
Element vom Typ IV nachgewiesen werden. Keines der untersuchten Isolate wurde positiv
auf das Vorhandensein von Panton-Valentine-Leukozidin Genen getestet (WALTHER et al.,
2008). Auch die Autoren O´MAHONY et al. (2005), STROMMENGER et al. (2006) und
LOEFFLER et al. (2010) wiesen überwiegend ST22 MRSA nach. Hierbei handelt es sich um
einen nosokomialen MRSA-Stamm, der vor allem in Krankenhäusern in Großbritannien und
Deutschland weit verbreitet ist. Dies deutet auf eine Übertragung von MRSA zwischen
Haustieren und Menschen hin (STROMMENGER et al., 2006; LOEFFLER et al., 2010).
2.4.2 Vorkommen und Bedeutung von MRSA beim Menschen
2.4.2.1 Hospital-acquired MRSA (haMRSA)
Methicillin-resistente Staphylococcus aureus gehören weltweit zu den bedeutendsten Erregern
nosokomialer Infektionen (HADDADIN et al., 2002). Häufig sind Pneumonien und
Bakteriämien im Zusammenhang mit künstlicher Beatmung, beziehungsweise kontaminierten
Verweilkathetern schwerwiegende Infektionen, die durch hospital-acquired MRSA
(haMRSA) hervorgerufen werden. Auch Osteomyelitis, intraabdominale Infektionen und
Wundinfektionen können auftreten. Besonders gefährdet sind Patienten mit bestimmten
Risikofaktoren, wie fortgeschrittenem Alter, lang andauerndem Krankenhausaufenthalt und
chronischen Erkrankungen. Auch Antibiotika- oder Kortikosteroidtherapien über einen
längeren Zeitraum sind prädisponierende Faktoren einer Infektion mit haMRSA
(HADDADIN et al., 2002; HUANG et al., 2006). Das Hauptreservoir für haMRSA stellen
laut HADDADIN et al. (2002) kolonisierte oder bereits infizierte Patienten dar. Über die
daraus resultierende temporäre Besiedlung der Haut, respektive der Hände des
Krankenhauspersonals erfolgt die Übertragung auf andere Patienten und Ausbreitung des
Erregers innerhalb des Krankenhauses.
Bei haMRSA Isolaten werden häufig SCCmec-Elemente vom Typ I bis III nachgewiesen
(ENRIGHT et al., 2002; KLUYTMANS-VANDENBERGH u. KLUYTMANS, 2006; TSUJI
et al., 2007). Die SCCmec-Kassetten vom Typ II und III enthalten neben dem mecA-Gen,
welches für die Methicillin-Resistenz kodiert, auch weitere Resistenzgene. Dies führt zur
multiplen Antibiotika-Resistenzen der entsprechenden MRSA-Stämme (ITO et al., 2001;
MORGAN, 2008). Laut einer europaweiten Studie von TIEMERSMA et al. (2004) im
Rahmen des European Antimicrobial Resistance Surveillance System (EARSS) beträgt der
18

Literaturübersicht
Anteil von MRSA an den untersuchten S.aureus Isolaten aus europäischen Krankenhäusern
20%. Im Norden war die ermittelte Prävalenz mit < 1% dabei deutlich geringer als im Süden
und Westen Europas (>40%). In Deutschland beteiligten sich 25 Krankenhäuser über einen
Untersuchungszeitraum von 1999 bis 2002 an der Studie: TIEMERSMA et al. (2004)
ermittelten hier eine durchschnittliche MRSA-Prävalenz von 14%. Deutschland gehörte neben
Belgien, den Niederlanden, Irland und Großbritannien zu den Ländern, in denen ein
signifikanter Anstieg der MRSA-Prävalenz von 1999 (9%) bis 2002 (19%) zu verzeichnen
war.
2.4.2.2 Community-acquired MRSA (caMRSA)
Als community-acquired MRSA (caMRSA) werden Methicillin-resistente Staphylococcus
aureus-Stämme bezeichnet, die sich außerhalb medizinischer Einrichtungen und ohne das
Vorliegen von Risikofaktoren bei den betroffenen Patienten in der Bevölkerung ausbreiten
(VANDENESCH et al., 2003). Anders als bei Infektionen durch haMRSA sind dabei Kinder
und Jugendliche ohne Grunderkrankungen besonders häufig betroffen. Klinisch werden im
Zusammenhang mit caMRSA-Infektionen vor allem Hauterkrankungen in Form von
Abszessen oder oberflächlichen Hautinfektionen wie Impetigo beobachtet (NAIMI et al.,
2001).
Community-acquired MRSA unterscheiden sich auch genetisch vom Komplex der hospitalacquired
MRSA: Im Genom der caMRSA wiesen MA et al. (2002) eine neue Variante des
SCCmec-Elements nach: Beim SCCmec Typ IV handelt es sich um eine verkürzte Form des
SCCmec-Elements, welches neben dem mecA-Gen keine zusätzlichen Resistenzgene enthält.
Folglich ist die Mehrheit der caMRSA Isolate sensibel gegen alle Nicht-β-Laktam-Antibiotika
(NAIMI et al., 2001; MA et al., 2002; VANDENESCH et al., 2003; WITTE et al., 2007). Die
Autoren MA et al. (2002) und VANDENESCH (2003) vertreten die Hypothese, dass die
Methicillin-Resistenz in Form des kompakten SCCmec-Elements vom Typ IV besonders
effektiv an kommensale, Methicillin-sensible S.aureus weitergegeben werden kann. Somit
würde den caMRSA durch die verkleinerte Genkassette ein Selektionsvorteil entstehen, der
eine schnelle Ausbreitung in der Bevölkerung begünstigt. WANNET et al. (2005) berichten
jedoch auch von einigen caMRSA Isolaten, bei denen SCCmec-Elemente vom Typ I und III
nachgewiesen wurden.
Charakteristisch für den Komplex der caMRSA ist das Vorhandensein eines Genlocus, der für
den Virulenzfaktor Panton-Valentine-Leukozidin codiert. PVL-positive MRSA-Isolate
verursachen neben invasiven Hautinfektionen auch schwere, teilweise letal verlaufende
nekrotisierende Pneumonien (DUFOUR et al., 2002; VANDENESCH et al., 2003; WITTE et
19

Literaturübersicht
al., 2007). Der Anteil PVL-positiver MRSA stieg in Deutschland von 2% im Jahre 2005 auf
3% in 2006 (WITTE et al., 2007). In der Literatur finden sich seit den späten 1990er Jahren
zahlreiche Berichte über eine weltweite Ausbreitung von community-acquired MRSA, die ein
wachsendes Risiko für die öffentliche Gesundheit darstellen (HEROLD et al. 1998; NAIMI et
al., 2001; DUFOUR et al., 2002; VANDENESCH et al., 2003; WANNET et al., 2005).
2.4.2.3 Livestock-associated MRSA (laMRSA) und die Bedeutung für den Menschen
Im Jahr 2005 identifizierten VOSS et al. in den Niederlanden erstmals den Kontakt zu
Schweinen als Risikofaktor für eine Besiedlung mit Methicillin-resistenten Staphylococcus
aureus: Ausgangspunkt war der MRSA-Nachweis bei einem sechs Monate alten Mädchen im
Rahmen des Routine-Screenings vor einer geplanten Operation. Auch bei den Eltern, die in
der Schweineproduktion tätig waren, konnten daraufhin MRSA desselben spa-Typs (t108)
wie beim Kind nachgewiesen werden. Da es weder bei dem Kind selbst, noch bei dessen
Eltern und Angehörigen Hinweise auf eine nosokomial erworbene Besiedlung mit MRSA
gab, wurden die Schweine des elterlichen Betriebs untersucht: Bei einem Tier wurden MRSA
vom spa-Typ t108 isoliert. VOSS et al. (2005) wiesen einige Monate später auch bei einem
Landwirt, der aus einer anderen Region stammte und bei dem Sohn eines Schweinetierarztes
MRSA nach. Als bei einer Krankenschwester des Krankenhauses, in dem der Junge behandelt
worden war, ebenfalls verwandte MRSA-Stämme isoliert werden konnten, schlossen die
Autoren auf ein erhöhtes Risiko der MRSA-Kolonisation beim Menschen in Verbindung mit
der Schweinehaltung. Die von den Autoren ermittelte Prävalenz bei Personen mit Kontakt zu
Schweinen war mit 26% über 760mal höher, als die von WERTHEIM et al. (2005) erfasste
MRSA-Prävalenz von 0,03% bei der übrigen niederländischen Bevölkerung.
Auch Studien von ARMAND-LEFEVRE et al. (2005) in Frankreich, HUIJSDENS et al.
(2006) in den Niederlanden und DENIS et al. (2009) in Belgien, bestätigen das vermehrte
Vorkommen von MRSA bei Schweine haltenden Landwirten und deren Angehörigen im
Zusammenhang mit MRSA-positiven Schweinebeständen. In Kanada untersuchten KHANNA
et al. (2007) ebenfalls das Vorkommen von MRSA bei Schweinen und beruflich exponierten
Personen: Die MRSA-Stämme die bei exponierten Personen nachgewiesen wurden, waren
stets identisch mit denen, die bei den Schweinen auf den jeweiligen Höfen isoliert wurden.
Zudem stellten KHANNA et al. (2007) einen möglichen Zusammenhang zwischen geringer
MRSA-Prävalenz bei den untersuchten Tieren und negativem MRSA-Nachweis beim
Stallpersonal her. Auch Studien von WULF et al. (2007) und MEEMKEN et al. (2008)
belegen ein gehäuftes Auftreten von MRSA des Multi Locus Sequence Type 398 bei
beruflich exponierten Personen: Bei einem internationalen Tierärztekongress im Jahre 2006
20

Literaturübersicht
wurde ein signifikanter Zusammenhang zwischen regelmäßigem beruflichen Kontakt zu
Schweinen und der Kolonisation mit MRSA des Muti Locus Sequence Type 398 hergestellt
(WULF et al., 2007). VAN LOO et al. (2007) können NT-MRSA besonders häufig bei
Menschen aus viehdichten Regionen der Niederlande, in denen besonders viele Schweine
gehalten werden, nachweisen. Auch DENIS et al. (2009) stellten bei der Untersuchung von
Landwirten in 49 Schweine haltenden Betrieben in Belgien mit 37,8% eine deutlich höhere
MRSA-Prävalenz fest, als bei Patienten in Krankenhäusern oder Pflegepersonal. Weitere
Studien zeigen, dass neben dem Kontakt zu Schweinen, auch der Kontakt zu anderen
Nutztieren, wie zum Beispiel Kälbern, das Risiko einer Besiedlung mit MRSA bei den
betreffenden Personen erhöht (VAN LOO et al., 2007; GRAVELAND et al., 2010). Neben
dem Vorkommen als symptomlose Besiedler der Nasenschleimhaut, konnten laMRSA auch
bei teils schwerwiegenden Infektionen isoliert werden. So wurden ST398 MRSA im
Zusammenhang mit Wundinfektionen, unter anderem der eines diabetischen Ulcus am Fuß
eines Patienten (WULF et al., 2007), mit Endokarditis (SCHIJFFELEN et al., 2010) und mit
Sinusitis sowie einer Bakteriämie mit Multi-Organ-Versagen (LEWIS et al., 2008)
nachgewiesen. Im Jahr 2007 berichteten VAN LOO et al. erstmals von ST398 MRSA, bei
denen der Virulenzfaktor Panton-Valtentine-Leukozidin nachgewiesen werden konnte. Dies
impliziert die Fähigkeit der laMRSA, weitere Virulenzfaktoren in Form mobiler genetischer
Elemente aufzunehmen und damit die bis dato geringgradige Virulenz deutlich zu steigern.
2.5 Ökologische Schweinehaltung in Deutschland
Tierische Produkte aus ökologischer Erzeugung werden in den letzten Jahren bei deutschen
Verbrauchern zunehmend nachgefragt. Der Wunsch nach artgerechter und naturnaher Haltung
der Nutztiere ist dabei ein wesentliches Motiv einer steigenden Anzahl von Käufern, die sich
bewusst für ökologisch erzeugte, tierische Produkte entscheiden (WERNER et al., 2008).
Ökologisch erzeugtes Schweinfleisch stellt jedoch im Gegensatz zu ökologisch erzeugten
Eiern oder Milch, eher ein Nischenprodukt für eine kleine Verbraucherschaft dar (LÖSER u.
DEERBERG, 2004). Laut einem Bericht des statistischen Bundesamtes gab es im Jahr 2010
zweitausend Ökobetriebe mit Schweinen, die insgesamt etwa 152.100 Tiere hielten. Das
bedeutet, dass nur knapp ein Prozent aller Schweine in Deutschland ökologisch gehalten
werden. Bio-Schweinefleisch ist etwa doppelt so teuer wie konventionell erzeugtes
Schweinefleisch (LÖSER u. DEERBERG, 2004): Im Dezember 2009 betrug der
Erzeugerpreis für ein Kilogramm Bio-Schweinefleisch der Handelsklasse E 2,90 € (AMI,
2009). Das liegt, neben einem deutlich größeren Arbeitsaufwand, höheren Ferkelpreisen und
21

Literaturübersicht
vergleichsweise geringer Mastleistung, vor allem an erheblich höheren Futterkosten als in der
konventionellen Schweineproduktion (SUNDRUM, 2006; ENGELHARDT, 2008). Die
Betriebe in der ökologischen Schweinehaltung sind meist kleinstrukturiert. In einer
umfangreichen Studie zur ökologischen Schweineproduktion geben LÖSER u. DEERBERG
(2004) die durchschnittliche Größe von Mastbeständen mit 125 Mastplätzen an, die
untersuchten Ferkelerzeugerbetriebe hielten im Durchschnitt 18 Sauen. Nur sehr wenige der
ökologisch bewirtschafteten Ferkelerzeugerbetriebe in Deutschland halten mehr als 100
Sauen. Durch diese kleinen Betriebsstrukturen müssen viele Mäster Ferkel aus mehreren
Herkünften beziehen (SUNDRUM, 2004). RAHMANN et al. (2010) sehen die ab 2012 laut
EG-Ökoverordnung geforderte 100%- Biofütterung problematisch: Kann der Bedarf an
essentiellen Aminosäuren von Schweinen momentan noch über konventionell hergestellte
Futterbestandteile gedeckt werden, befürchten die Autoren in naher Zukunft eine
„Proteinlücke im ökologischen Landbau“. Der Bedarf an den essentiellen Aminosäuren Lysin
und Methionin muss dann ausschließlich durch entsprechende Kombinationen einheimischer
Eiweißträger oder durch teures Bio-Importfutter gedeckt werden (WEISSMANN, 2008). Die
ökologische Schweinefleischerzeugung kann unter den gegebenen Bedingungen bezüglich
Produktivität und Muskelfleischanteil nicht zur konventionellen Schweineproduktion in
Konkurrenz treten (SUNDRUM, 2006). Daher sollte in der ökologischen Schweinehaltung
die Erzeugung von Qualitätsfleisch mit hohem Genusswert für den anspruchsvollen
Verbraucher im Vordergrund stehen (LÖSER u. DEERBERG, 2004; SUNDRUM, 2006;
WERNER, 2008).
2.5.1 Die EG-Öko-Basisverordnung – Mindestanforderungen an die ökologische
Schweinehaltung
Die EG-Öko-Basisverordnung VO (EG) Nr. 834/2007 bildet zusammen mit den dazu
gehörigen Durchführungsbestimmungen in der VO (EG) Nr. 889/2008 den rechtlichen
Rahmen für die Produktion und Kennzeichnung ökologischer Lebensmittel in Europa.
Grundsätzliche Vorgaben für die ökologische tierische Erzeugung sind im Artikel 14 der
Öko-Basisverordnung, beziehungsweise im Kapitel 2 der Durchführungsbestimmungen
festgelegt. Neben der Herkunft, Haltung und Fütterung ökologischer Tiere, sind darin auch
die Krankheitsvorsorge und tierärztliche Behandlung sowie Reinigung und Desinfektion von
Gebäuden und Anlagen geregelt. Einige wesentliche Inhalte werden im Folgenden näher
erläutert.
22

Literaturübersicht
2.5.1.1 Herkunft der Tiere
Laut EG-Öko-Basisverordnung müssen Tiere, um als ökologisch/biologisch zu gelten, in
ökologisch/biologischen Betrieben geboren und aufgezogen worden sein. In Ausnahmefällen
ist es jedoch zulässig, Tiere aus konventioneller Haltung zu Zuchtzwecken in einen
ökologischen Betrieb einzustellen, wenn ökologisch/biologische Tiere nicht in ausreichender
Anzahl zur Verfügung stehen. Für diese und Tiere, die sich zum Zeitpunkt der Umstellung
von konventioneller auf ökologisch/biologische Wirtschaftsweise bereits auf einem Betrieb
befinden, gilt Artikel 17 der VO (EG) Nr. 834/2007. Hiernach wird für Tiere eines ehemals
konventionell wirtschaftenden Bestandes ein spezifischer Umstellungszeitraum festgelegt: So
dürfen Schweine in diesem Fall nach sechs Monaten ökologischer Haltung als
ökologisch/biologische Tiere anerkannt und vermarktet werden. Zudem darf laut der
Durchführungsbestimmungen gemäß der VO (EG) Nr. 889/2008 die Remontierungsrate von
Jungsauen konventioneller Herkunft jährlich maximal 20% betragen. Laut Artikel 8, Absatz 1
der Durchführungsbestimmungen sollten für einen ökologisch wirtschaftenden
Schweinebestand möglichst robuste Rassen ausgewählt werden um rassebedingte
Krankheiten, wie zum Beispiel das Porcine Stress Syndrom (PSS), zu vermeiden.
Einheimische Rassen sind bevorzugt auszuwählen.
2.5.1.2 Haltung und Unterbringung der Tiere
Zu diesem Thema gibt die EG-Öko-Basisverordnung lediglich allgemeine
Rahmenbedingungen vor, wie die Forderung nach ständigem Zugang der Tiere zu Freigelände
und einem angemessenen Verhältnis zwischen Besatzdichte und Größe des Freigeländes.
Weiterhin wird im Artikel 14, Absatz 1 b) der VO (EG) Nr. 834/2007 festgelegt, dass
ökologische/biologische Tiere von anderen (konventionellen) Tieren getrennt gehalten
werden müssen. Genauere Angaben zur Größe und Beschaffenheit des Stalls finden sich in
der VO (EG) Nr. 889/2008. Folgende wichtige Unterbringungs- und Haltungsvorschriften
sind im Artikel 11 aufgeführt:
(1) „Mindestens die Hälfte der Stallfläche (…) muss von fester Beschaffenheit sein, d.h.
es darf sich nicht um Spaltenböden oder Gitterroste handeln.“
(2) „Die Ställe müssen ausreichend große, bequeme, saubere und trockene Liege-
/Ruheflächen aufweisen, die in fester, nicht perforierter Bauweise ausgeführt sind. Im
Ruhebereich muss ausreichend trockene Einstreu vorhanden sein.“
(3) „… sind Sauen außer in den letzten Trächtigkeitsphasen und während der Säugezeit in
Gruppen zu halten.“
23

Literaturübersicht
(5) „Ferkel dürfen nicht in Flat-Deck-Anlagen oder Ferkelkäfigen gehalten werden.“
(6) „Schweinen müssen Bewegungsflächen zum Misten und Wühlen zur Verfügung
stehen.“
In Anhang III der VO (EG) Nr. 889/2008 sind Mindeststall- und Mindestfreiflächen
vorgeschrieben. So müssen beispielsweise einem schlachtreifen Mastschwein von bis zu
110kg Lebendgewicht eine Mindeststallfläche von 1,3m² je Tier und eine Auslauffläche von
mindestens 1m² je Tier zur Verfügung stehen. Für eine ferkelführende Sau sind 7,5m²
Stallinnen- und 2,5m² Stallaußenfläche vorgesehen. Der Anhang IV regelt den Tierbesatz im
Verhältnis zur Nutzfläche des landwirtschaftlichen Betriebs mit 14 Mastschweinen oder 6,5
Sauen pro Hektar bewirtschafteter Fläche, dies entspricht zwei Großvieheinheiten (GVE) pro
Hektar. Eine flächenunabhängige Tierhaltung, das heißt eine landwirtschaftliche
Betriebsform, bei der neben der Tierhaltung keine landwirtschaftliche Nutzfläche
bewirtschaftet wird, ist verboten. Der Artikel 18 der VO (EG) Nr. 889/2008 enthält
Vorschriften zum Umgang mit ökologisch/biologische Tieren: So ist das routinemäßig
Kupieren von Schwänzen und das Abkneifen von Zähnen bei Ferkeln verboten. Die operative
Kastration ist jedoch unter den Bedingungen, die auch für konventionell gehaltene Schweine
gelten, erlaubt.
2.5.1.3 Futtermittel
Die EG-Öko-Basisverordnung sieht vor, dass Futtermittel hauptsächlich in dem Betrieb, in
dem die Tiere gehalten werden, beziehungsweise in einem anderen ökologischen Betrieb im
gleichen Gebiet zu erzeugen sind. Weiterhin müssen die Tiere ständigen Zugang zu
Weideland oder Raufutter haben. Dieses kann laut VO (EG) Nr. 889/2008 in frischer,
trockener oder silierter Form verfüttert werden. Die Verwendung von konventionellen
Futtermitteln ist bis zu einem jährlichen Anteil von 5% der Trockenmasse zulässig. Diese
Regelung gilt noch bis zum 31. Dezember 2011. Der Einsatz von synthetischen Aminosäuren
oder Fütterungsarzneimitteln ist verboten. Im Artikel 20 der Durchführungsbestimmungen zur
EG-Öko-Basisverordnung ist eine Mindestsäugezeit bei Schweinen von 40 Tagen
vorgeschrieben.
2.5.1.4 Krankheitsvorsorge und tierärztliche Behandlung
Die Krankheitsvorsorge im Sinne der EG-Öko-Basisverordnung besteht vor allem in der
ökologischen Haltungsform an sich. So sollen geeignete Rassen und Linien, bei angemessener
Besatzdichte und unter hygienischen Bedingungen mit genügend Auslauf gehalten sowie mit
hochwertigen Futtermitteln gefüttert werden. Bei Krankheiten dürfen im Sinne der
24

Literaturübersicht
Verordnung chemisch-synthetische allopathische Tierarzneimittel, einschließlich Antibiotika,
nur dann eingesetzt werden, wenn die Behandlung mit Phytotherapeutika oder Homöopathika
nicht erfolgversprechend ist. Dazu ist im Artikel 24 Absatz 4 der
Durchführungsbestimmungen folgendes festgelegt: „Erhält ein Tier oder eine Tiergruppe
innerhalb von 12 Monaten mehr als drei Mal oder – falls der produktive Lebenszyklus (…)
weniger als ein Jahr beträgt – mehr als ein Mal eine tierärztliche Behandlung mit chemischsynthetischen
allopathischen Tierarzneimitteln oder Antibiotika (…), so dürfen die
betreffenden Tiere (…) nicht als ökologische/biologische Erzeugnisse verkauft werden, und
diese Tiere unterliegen den Umstellungsfristen gemäß Artikel 38 Absatz 1.“ Impfungen sind
von dieser Regelung ausgenommen. Weiterhin schreibt die Verordnung vor, dass die
Wartezeit nach einer Behandlung mit allopathischen Arzneimitteln, sofern die Tier danach
noch als ökologisch zu vermarkten sind, doppelt so lang sein muss wie die gesetzlich
vorgeschriebene Wartezeit.
2.5.1.5 Kontrolle
Die Zertifizierung der ökologisch wirtschaftenden Betriebe und die Vermarktung ihrer
Erzeugnisse als „ökologisch/biologisch“, sind an ein gesetzlich vorgeschriebenes
Kontrollsystem gebunden. In Artikel 63 bis 92 der Durchführungsbestimmungen zur EG-
Öko-Basisverordnung sind dazu die Mindestkontrollanforderungen für ökologisch
wirtschaftende Betriebe aufgeführt. In Deutschland werden die Kontrollen von derzeit 23
privaten Kontrollstellen durchgeführt (BMELV), die wiederum den entsprechenden
Überwachungsbehörden der einzelnen Bundesländer unterstellt sind. Nach Abschluss eines
Kontrollvertrages zwischen landwirtschaftlichem Betrieb und Kontrollstelle, wird jeder
Betrieb mindestens einmal jährlich von seiner Kontrollstelle überprüft.
2.5.2 Organisation des ökologischen Landbaus in Deutschland
In Deutschland gibt es derzeit neun ökologische Anbauverbände (siehe Abbildung 1). Diese
sind wiederum in nationalen und internationalen Dachverbänden organisiert. Der
Spitzenverband ist der 2002 gegründete Bund ökologischer Lebensmittelwirtschaft e.V.
(BÖLW), in dem neben den ökologischen Anbauverbänden auch Verbände der
Lebensmittelverarbeitung und des Handels zusammengeschlossen sind (www.boelw.de). Der
Dachverband des ökologischen Landbaus auf internationaler Ebene ist die 1972 gegründete
International Federation of Organic Agriculture Movements (IFOAM). Die nationalen
ökologischen Anbauverbände in Deutschland fungieren als Interessenvertretung ihrer
Mitglieder in Politik und Wirtschaft. Sie beraten die Landwirte in betriebswirtschaftlichen
25

Literaturübersicht
sowie marktstrategischen Fragen und vergeben das jeweilige Verbands-Markenzeichen wie in
Abbildung 1 dargestellt (BLUMENSCHEIN, 2008). Laut einer Erhebung des BÖWL waren
in 2010 von 21.009 ökologisch wirtschaftenden Betrieben in Deutschland 11.030 Mitglieder
in einem Ökoverband. Dabei sind die meisten der Betriebe im Bioland-Verband organisiert
(4.967 Mitglieder), danach folgen Naturland mit 2.005 und der Demeter-Verband mit 1.341
Mitgliedern. Die privatrechtlichen Richtlinien der Verbände erweitern, beziehungsweise
verschärfen die Vorgaben der EG-Öko-Verordnung und müssen bei einer Vermarktung unter
dem Zeichen des jeweiligen Anbauverbandes eingehalten werden. Laut einer Studie von
LÖSER U. DEERBERG (2004) gehört die Mehrzahl der ökologisch wirtschaftenden
Schweinebetriebe einem Anbauverband an. Nur etwa 5% sind sogenannte EU-Bio-Betriebe,
die keinem Verband angeschlossen sind.
Abbildung 1: Markenzeichen der ökologischen Anbauverbände in Deutschland (modifiziert nach
BLUMENSCHEIN,2008)
Eine Übersicht über die Richtlinien zur Schweinehaltung der vier mitgliederstärksten
Bioverbände gibt Tabelle 1.
26

Richtlinienübersicht
Schweinehaltung
Literaturübersicht
Tabelle 1: Richtlinienübersicht von vier Bioverbänden im Vergleich zur EG-Öko-
Basisverordnung (modifiziert nach „Fütterungsfibel Ökologische Schweinehaltung“,
Bayerische Landesanstalt für Landwirtschaft, LfL)
EG-Öko-Basis-
VO
Tierbesatz
(Plätze/ha)
Betriebsteilung
(ökologisch /
konventionell)
möglich
14 Mastschweine
oder 6,5
Zuchtsauen
10
Mastschweine
oder 6,5
Zuchtsauen
10
Mastschweine
oder 6,5
Zuchtsauen
10
Mastschweine
oder 6
Zuchtsauen
10
Mastschweine
oder 6,5
Zuchtsauen
Ja Nein Nein Nein Nein
Fütterung
Eigenes Futter Vorzugsweise ≥ 50% ≥ 50%
≥ 50%,
≥ 80% ≥ 50%
Demeter
Futterzukauf gesamt Ja ≤ 50% ≤ 50% ≤ 20%, ökolog. < 50%
Zukauf von
konventionellem
5% bis
31.12.2011, 0% 0% 0% 0%
Futter
0% ab 1.01.2012
Importfutter -
Ja, außer Dritte
- - -
Ergänzungs- und
Zusatzstoffe
Spaltenboden
Auslauf oder
Weidegang
Vorwiegend
natürlichen
Ursprungs
≤ 50% der
Gesamtfläche
Welt
Vorwiegend
natürlichen
Ursprungs
Haltung
< 50% der
Gesamtfläche
Vorwiegend
natürlichen
Ursprungs
< 50% der
Gesamtfläche
Vorwiegend
natürlichen
Ursprungs
< 50% der
Gesamtfläche
Vorwiegend
natürlichen
Ursprungs
< 50% der
Gesamtfläche
Ja Ja Ja Ja Ja
Einstreu Ja Ja Ja Ja Ja
Fixierung beim
Abferkeln
Ja
Ausnahme,
max. 14 Tage
Ausnahme,
max. 14 Tage
Ausnahme,
max. 14 Tage
Ausnahme,
max. 14 Tage
Gruppenhaltung
Sauen
Leer,
niedertragend
Leer,
niedertragend
Leer,
niedertragend
Jungsauen,
leer,
niedertragend
Jungsauen,
leer,
niedertragend
Säugezeit 40 Tage 40 Tage 40 Tage 40 Tage 40 Tage
Behandlungen bei
Mastschweinen,
Wartezeit
1 x, doppelte WZ
/ mind.
48 h
1 x, doppelte
WZ / mind.
48 h
1 x, doppelte
WZ / mind.
48 h
1 x, doppelte
WZ / mind.
48 h
1 x, doppelte
WZ / mind.
48 h
27

Literaturübersicht
2.5.3 Tiergesundheit in der ökologischen Schweineerzeugung
Bei der ökologischen Haltung von Schweinen liegen geringe Besatzdichten, ein regelmäßiger
Zugang zu Ausläufen und eine Haltungsumwelt vor, die den Tieren eine Vielzahl von
Außenreizen bietet und die Ausübung arteigener Verhaltensweisen ermöglicht. Diese
Charakteristika der ökologischen Haltung können sich positiv auf die Tiergesundheit
auswirken: Der Zugang zu Ausläufen vermindert das Risiko respiratorischer Erkrankungen.
Eine verlängerte Säugezeit kann die Abwehrkräfte der Ferkel stärken und die naturnahe
Haltung, meist mit Stroheinstreu, minimiert das Risiko, dass die Tiere Aggressivität oder
Verhaltensstereotypien entwickeln. Die laut EG-Ökoverordnung vorgeschriebene
Beschränkung des Zukaufs von Tieren kann eine Einschleppung von Infektionserregern in
den Bestand verringern (SUNDRUM et al., 2004). Doch die ökologische Haltungsform bringt
auch Probleme mit sich. So berichten mehrere Autoren über ein gehäuftes Vorkommen von
Parasitosen bei Schweinen aus ökologischer Haltung (VERMEER et al., 2000; VAARST et
al., 2000; CARSTENSEN et al., 2002; SUNDRUM u. EBKE, 2004). Endoparasitosen,
insbesondere der Befall mit dem Schweine-Spulwurm Ascaris suum, stehen dabei im
Vordergrund (VAARST et al., 2000; CARSTENSEN et al., 2002). Laut einer Studie von
VAARST et al. (2000) sind vor allem Mastschweine, insbesondere bei Haltung in
Tiefstreuställen, betroffen. CARSTENSEN et al. (2002) konnten in ökologisch
wirtschaftenden Schweinebetrieben in Dänemark ein gehäuftes Vorkommen von Ascaris
suum nachweisen. So wurde bei 18-38% der Absatzferkel und 18-50% der Mastschweine ein
Spulwurm-Befall diagnostiziert. Die Autoren berichten über große Schwankungen der
Prävalenz zwischen den einzelnen Schweinebeständen. In einem der Bestände wurde
demnach sogar eine Prävalenz von 90% bei den Mastschweinen und 100% bei den
Absatzferkeln ermittelt. Ein Befall mit Trichuris suis und Oesophagostomum spp. konnte
weniger häufig nachgewiesen werden. Laut CARSTENSEN et al. (2002) war die
Infektionsrate mit Helminthen bei Sauen und Ferkeln in Freilandhaltung höher als bei
Stallhaltung, wenn keine ausreichende Flächenrotation erfolgte. SUNDRUM u. EBKE (2004)
untersuchten die Tiergesundheit in 21 ökologisch wirtschaftenden Schweinebeständen in
Deutschland. Sie bestätigen das vermehrte Vorkommen von Ascaris suum und stellen ein
gehäuftes Auftreten von Magen-Darm-Strongyliden sowie Trichuris suis fest. Gering- bis
hochgradige Leberbefunde in Form sogenannter Milk Spots, die durch wandernde
Larvenstadien von Ascaris suum verursacht werden, konnten SUNDRUM u. EBKE (2004)
bei 64% der untersuchten Schweine aus ökologischer Haltung nachweisen. Im Vergleich dazu
wiesen nur 43% der konventionell gehaltenen Schlachtschweine derartige Leberbefunde auf.
28

Literaturübersicht
Pathologische Lungenbefunde wurden bei 59% der Schweine konventioneller Herkunft und
53% der Tiere aus ökologischer Haltung festgestellt. Keine pathologischen Veränderungen
wurden bei 24% der konventionell und 19% der ökologisch erzeugten Mastschweine
gefunden. Bei Freilandsauen waren laut VAARST et al. (2000) Lahmheiten,
Hautverletzungen sowie Sonnenbrand und eine schlechte Körperkondition die häufigsten
Befunde. LÖSER u. DEERBERG (2004) stellten ein gehäuftes Auftreten von
Durchfallerkrankungen bei Ferkeln ökologischer Sauenbetriebe fest, welches die Autoren mit
44% bezifferten. Rotlauf-Infektionen und der MMA-Komplex bei Sauen wurden in jeweils
17% der 22 untersuchten ökologisch wirtschaftenden Sauenbestände nachgewiesen. Mehrere
Autoren berichten zudem über eine im Vergleich zur konventionellen Ferkelerzeugung
deutlich erhöhte Saugferkelmortalität (VON BORELL et al., 2001). WERNER et al. (2008)
untersuchten 20 ökologisch wirtschaftende Ferkelerzeugerbetriebe und ermittelten dabei eine
Saugferkelmortalität von 21%. Die Gründe für die defizitäre Tiergesundheit in vielen
ökologisch wirtschaftenden Ferkelerzeugerbetrieben sehen LÖSER u. DEERBERG (2004)
unter anderem in der Unerfahrenheit des Betriebsleiters und des Personals sowie im häufig
inkonsequent durchgeführten Hygienemanagement. So komme es laut den Autoren nicht
selten zu einer Vernachlässigung der Geburtskontrolle. Virale wie parasitär bedingte
Erkrankungen, wie zum Beispiel Circo- oder PRRS-Infektionen sowie Kokzidienbefall
würden zu spät erkannt. Ein latenter Krankheitsdruck aufgrund mangelhafter Reinigung und
Desinfektion stellt laut LÖSER u. DEERBERG (2004) eine zusätzliche Belastung für die
Ferkel dar.
29

Literaturübersicht
2.5.4 Vorkommen von MRSA in ökologisch wirtschaftenden Schweinebeständen
In der Literatur finden sich bisher kaum Berichte zum Vorkommen von MRSA bei
Schweinen aus ökologischer Haltung. Erste Ergebnisse vergleichender Untersuchungen zum
Vorkommen in konventionellen und ökologischen Schweinebeständen wurden durch die
MRSA-Arbeitsgruppe an der Außenstelle für Epidemiologie der tierärztlichen Hochschule
Hannover auf einschlägigen Tagungen vorgestellt (BLAHA et al., 2010). Darin ist die
MRSA-Besiedlungsrate ökologisch bewirtschafteter Schweine deutlich geringer, als die von
konventionell gehaltenen Tieren. In den Niederlanden untersuchten WULF et al. (2008) die
Besiedlung mit MRSA bei Landwirten in ökologisch und konventionell bewirtschafteten
Betrieben und konnten sowohl bei ökologisch, als auch bei konventionell wirtschaftenden
Landwirten MRSA nachweisen. Die Autoren stellten jedoch bei Landwirten, die Schweine
nach den Richtlinien des ökologischen Landbaus hielten, eine signifikant niedrigere Prävalenz
der MRSA-Besiedlung fest.
30

3 Material und Methoden
Die vorliegende Studie zur Entwicklung von MRSA in ökologisch wirtschaftenden
Schweinebeständen wurde von der Außenstelle für Epidemiologie der Tierärztlichen
Hochschule Hannover und dem Fachgebiet Tierernährung / Tiergesundheit der Universität
Kassel gemeinsam durchgeführt. Als Nachfolgeprojekt des EH-Verbundvorhabens des
Bundesministeriums für Ernährung, Landwirtschaft und Verbraucherschutz (BMELV) zum
Vorkommen von MRSA in konventionell wirtschaftenden Schweinebeständen, orientieren
sich Aufbau, Material und Methoden der vorliegenden Studie eng an denen des EH-
Verbundvorhabens.
3.1 Studienaufbau
Die Studie gliedert sich in zwei Phasen: In einer Querschnittsstudie (Phase 1) wurden
zunächst 42 ökologisch wirtschaftende Schweinebestände mittels Staubproben und
Nasentupfern untersucht und anhand der Ergebnisse in „MRSA-positive“ und „MRSAnegativ
definierte“ Bestände eingeteilt. Zur Erhebung betriebsspezifischer Charakteristika
wurde ein umfangreicher Fragebogen erarbeitet, der in Anlage 1 aufgeführt ist. In der sich
anschließenden Longitudinalstudie (Phase 2) folgte die weiterführende Untersuchung von
sechs, aus der Querschnittsstudie als „MRSA-positiv“ hervorgegangenen Beständen, in Form
wiederholter Beprobungen gekennzeichneter Einzeltiere.
3.2 Untersuchungsbestände
In Kooperation mit dem Fachgebiet Tierernährung / Tiergesundheit der Universität Kassel
wurden 42 ökologisch wirtschaftende Schweinebestände in ganz Deutschland zur
Untersuchung ausgewählt.
Eine Übersicht zur Lage der untersuchten Bestände gibt Abbildung 2.
31

Material und Methoden
Abbildung 2: Lage der Untersuchungsbestände in Deutschland
Wie der Abbildung 2 entnommen werden kann, wurden Betriebe aus vielen Regionen
Deutschlands in die Untersuchung einbezogen. Allerdings blieben der Süd-Westen und der
Nord-Osten weitgehend unberücksichtigt. Hier ist es hier trotz vielfältiger Versuche nicht
gelungen, ökologisch wirtschaftende Betriebe für die Beteiligung an der Studie zu gewinnen.
Einen Überblick über die Verteilung der untersuchten Bestände auf die einzelnen Bundesländer
gibt Tabelle 2.
32

Material und Methoden
Tabelle 2: Lage der untersuchten Bestände im Bundesgebiet
Bundesland
Anzahl untersuchter Bestände
Nordrhein-Westfalen 14
Niedersachsen 8
Hessen 7
Bayern 5
Thüringen 2
Baden-Württemberg 1
Brandenburg 1
Rheinland-Pfalz 1
Schleswig-Holstein 1
Mecklenburg-Vorpommern 1
Sachsen 1
3.2.1 Mastbestände
Im Rahmen der Studie wurden 18 Mastbestände beprobt, die zwischen 20 und 1200 Tiere
halten. Die Mehrzahl bezieht Ferkel von einem Zulieferer. Nur vier der 18 Bestände werden
von mehreren Ferkelerzeugerbetrieben beliefert. Bei den untersuchten Betrieben handelt es sich
ausnahmslos um Indoor-Haltungen mit Stroheinstreu, überwiegend mit Auslauf. In drei der
untersuchten Bestände stand den Tieren zum Zeitpunkt der Probennahme kein Auslauf zur
Verfügung. Von 18 untersuchten Mastbeständen sind acht im Naturland- und vier im Bioland-
Verband organisiert. Ein Bestand ist Mitglied im Demeter-Verband. Fünf der Mastbestände
gehören keinem Bioverband an. Die Tabellen 3 und 4 geben einen Überblick über die
wichtigsten Eigenschaften der untersuchten Mastbestände.
33

Material und Methoden
Tabelle 3: Untersuchungsbestände Mast, Mastbestände (M) Nummer 1 bis 9
M 1 M2 M 3 M 4 M 5 M 6 M 7 M 8 M 9
Bioverband
Naturland
Bioland Natur-
land
EG-
ÖkoVO
Bioland
EG-
ÖkoVO
Demeter Bioland Bioland
Mastplätze 270 350 250 340 150 20 100 1000 80
Anzahl
Ferkelzulieferer
Outdoor/
Indoor
1 1 1 2 1 1 1 4 1
Indoor Indoor Indoor Indoor Indoor Indoor Indoor Indoor Indoor
Auslauf
Ja / Nein
Ja Ja Ja Nein Ja Ja Ja Ja Ja
Tabelle 4: Untersuchungsbestände Mast, Mastbestände (M) Nummer 10 bis 18
M 10 M 11 M 12 M 13 M 14 M 15 M 16 M 17 M 18
Bioverband
Naturland
Naturland
EG-
ÖkoVO
Naturland
Naturland
Naturland
Naturland
EG-
ÖkoVO
EG-
ÖkoVO
Mastplätze 270 840 700 450 450 400 400 1000 1200
Anzahl
Ferkelzulieferer
Outdoor /
Indoor
1 1 1 3 3 1 1 1 1
Indoor Indoor Indoor Indoor Indoor Indoor Indoor Indoor Indoor
Auslauf
Ja / Nein
Ja Ja Nein Ja Ja Nein Ja Ja Ja
34

Material und Methoden
3.2.2 Ferkelerzeugerbetriebe
Es wurden 12 Ferkelerzeugerbetriebe untersucht, die zwischen 16 und 750 Sauen halten. Sauen
und Aufzuchtferkel werden überwiegen in mit Stroh eingestreuten Ställen mit Auslauf gehalten.
Drei der untersuchten Bestände sind Outdoor-Betriebe mit Sauenhütten. In drei Beständen
werden die ferkelführenden Sauen in Gruppe gehalten (Gruppensäugen). Sechs der 12
untersuchten Ferkelerzeugerbetriebe sind Mitglied im Bioland-, vier im Naturland-Verband.
Ein Betrieb ist Mitglied des Biopark-Verbandes und drei der untersuchten
Ferkelerzeugerbetriebe gehören keinem Verband an. In Tabelle 5 und 6 sind die wichtigsten
Eigenschaften der untersuchten Zuchtbestände zusammengefasst.
Tabelle 5: Untersuchungsbestände Zucht (Ferkelerzeugerbetriebe), Zuchtbestände (Z)
Nummer 1 bis 6
Z 1 Z 2 Z 3 Z 4 Z 5 Z 6
Bioverband Bioland Bioland Bioland Biopark Bioland Naturland
Sauenplätze 25 16 300 750 65 170
Aufzuchtplätze 40 40 300 2800 320 480
Indoor / Outdoor Indoor Indoor Outdoor Outdoor
Indoor /
Outdoor
Indoor
Auslauf
Ja / Nein
Gruppensäugen
Ja / Nein
Ja Ja - - Ja Ja
Nein Ja Nein Nein Nein Nein
35

Material und Methoden
Tabelle 6: Untersuchungsbestände Zucht (Ferkelerzeugerbetriebe), Zuchtbestände (Z)
Nummer 7 bis 12
Z 7 Z 8 Z 9 Z 10 Z 11 Z 12
Bioverband
Bioland,
Naturland
Bioland
Naturland
EG-
ÖkoVO
Naturland
EG-
ÖkoVO
Sauenplätze 28 90 56 350 200 27
Aufzuchtplätze 118 300 180 1500 800 90
Indoor /Outdoor Indoor Indoor Indoor Outdoor Indoor Indoor
Auslauf Ja / Nein Ja Ja Nein - Ja Ja
Gruppensäugen
Ja / Nein
Nein Ja Nein Nein Ja Nein
3.2.3 Geschlossene Systeme
Im Rahmen der Studie wurden 12 geschlossene Systeme mit 16 bis 230 Sauen- und 90 bis 1900
Mastplätzen untersucht. Ein Bestand hält Sauen in Outdoor- Haltung, die übrigen sind Indoor-
Haltungen mit Ausläufen. In drei von zwölf Untersuchungsbeständen werden die
ferkelführenden Sauen in Gruppe gehalten. Alle untersuchten Bestände sind in einem
Bioverband organisiert: Sechs im Bioland-Verband, vier im Naturland-Verband und drei beim
Gäa-Verband. Den Tabellen 7 und 8 sind einige wichtige bestandsspezifische Eigenschaften der
Bestände zu entnehmen, die im geschlossenen System wirtschaften.
36

Material und Methoden
Tabelle 7: Untersuchungsbestände geschlossenes System (GS), Bestände Nummer 1 bis 6
GS 1 GS 2 GS 3 GS 4 GS 5 GS 6
Bioverband Naturland Bioland Bioland Bioland
Bioland,
Naturland
Bioland
Sauenplätze 50 50 30 40 80 40
Mastplätze 290 90 120 150 500 200
Indoor / Outdoor Indoor Outdoor Indoor Indoor Indoor Indoor
Auslauf
Ja / Nein
Gruppensäugen
Ja / Nein
Ja -
Nur
Wartestall
Ja Ja Ja
Ja Ja Nein Nein Nein Ja
Tabelle 8: Untersuchungsbestände geschlossenes System (GS), Bestände Nummer 7 bis 12
GS 7 GS 8 GS 9 GS 10 GS 11 GS 12
Bioverband Gäa Naturland Bioland Naturland Gäa Gäa
Sauenplätze 85 100 30 230 16 40
Mastplätze 800 100 180 1900 180 380
Indoor / Outdoor Indoor Indoor Indoor Indoor Indoor Indoor
Auslauf
Ja / Nein
Gruppensäugen
Ja / Nein
Ja Ja Ja Nein Ja Ja
Nein Nein Nein Nein Nein Nein
37

Material und Methoden
3.3 Probenentnahme
3.3.1 Querschnittsstudie (Phase 1)
Im Rahmen der Querschnittsstudie wurden von Oktober bis Juni 2010 insgesamt 18
Mastbestände, 12 Ferkelerzeugerbetriebe und 12 geschlossene Systeme an jeweils zwei
Terminen (erster und zweiter Bestandsbesuch, siehe 3.3.1.1 und 3.3.1.2) untersucht.
Das zur Probenentnahme eingesetzte Material ist Tabelle 35 (Anlage 2) zu entnehmen.
3.3.1.1 Erster Bestandsbesuch – Probenentnahme in 42 Beständen
Zu Beginn des ersten Bestandsbesuchs erfolgte in jedem Bestand die Entnahme einer
Umgebungsstaubprobe. Dabei wurde Staub mittels eines autoklavierten Pinsels auf einer Fläche
von 500cm² an fünf verschiedenen Stellen des Stalls entnommen und in ein steriles
Kotröhrchen überführt (siehe Abbildung 3). Bei den in Outdoor-Haltung wirtschaftenden
Ferkelerzeugerbetrieben wurde der Staub aus dem Innenraum der Sauenhütten gewonnen. Nach
der Staubprobenentnahme folgte die Entnahme der Nassenabstriche von zehn Tieren,
unabhängig von Altersklasse und Geschlecht. Dazu wurde der trockene Tupfer unter
Vermeidung von Hautkontakt, auf einer Seite in das Nasenloch bis zu einer Tiefe von 2cm
kreisend eingeführt (siehe Abbildung 4). Zur Entnahme der Staub- und Nasentupferproben
wurden Handschuhe getragen. Sowohl die Staubprobe, als auch die Nasentupferproben wurden
nach der Entnahme gekühlt gelagert und innerhalb von 72 Stunden untersucht.
Abbildung 3: Entnahme einer Staubprobe
Abbildung 4: Entnahme einer
Nasentupferprobe
38

Material und Methoden
3.3.1.2 Zweiter Bestandsbesuch - Erneute Beprobung von 31 MRSA-negativdefinierten
Beständen
Um eine dem EH-Verbundprojekt des Bundesministerium für Ernährung, Landwirtschaft und
Verbraucherschutz (BMELV) vergleichbare Nachweisgrenze der Intraherdenprävalenz von 5%,
beziehungsweise eine Sicherheit des MRSA-Nachweises von 95% zu erreichen, wurden die
nach dem ersten Bestandsbesuch MRSA-negativ definierten Bestände erneut beprobt. Die dafür
notwendige Stichprobengröße wurde anhand der beim ersten Bestandsbesuch eruierten
Tierzahlen, mit Hilfe der Formel nach CANON u. ROE (1982) für jeden MRSA-negativ
definierten Bestand berechnet. In zwei der MRSA-negativ definierten Bestände (Bestand M 6
und Z 2) erübrigte sich aufgrund der geringen Tierzahlen eine erneute Probennahme. So
wurden in 31 Beständen Nasenabstriche von durchschnittlich 55 Tieren unabhängig von
Altersklasse und Geschlecht, wie unter 3.3.1.1 beschrieben, entnommen. Da die
mikrobiologische Untersuchung der Nasenabstriche in Pools à 5 Tupfern erfolgte, wurde die
berechnete Stichprobengröße stets auf einen Teiler von fünf aufgerundet. In den Tabellen 9 bis
11 ist die Anzahl der beim zweiten Bestandsbesuch entnommen Nasenabstriche für die
untersuchten Bestände aufgelistet. Eine erneute Entnahme von Staubproben fand beim zweiten
Bestandsbesuch nicht statt.
Tabelle 9: Anzahl der beim zweiten Bestandsbesuch im Rahmen der Querschnittsstudie
entnommenen Nasentupfer (Mastbestände)
Bestand M 1 M2 M 3 M 4 M 5 M 6 M 7 M 8 M 9
Tierzahl 270 250 340 150 100 1000 80
n.u.*
n.u.*
Anzahl
55
55 55 50
45 60 40
Nasentupfer
Bestand M 10 M 11 M 12 M 13 M 14 M 15 M 16 M 17 M 18
Tierzahl 270 840 700 450 450 400 400 1000 1200
Anzahl
Nasentupfer
55 60 60 55 55 55 55 60 60
*n.u. = nicht untersucht
Die Bestände, die bereits im Rahmen des ersten Bestandsbesuchs als MRSA-positiv identifiziert worden
waren, wurden nicht erneut untersucht.
39

Material und Methoden
Tabelle 10: Anzahl der beim zweiten Bestandsbesuch im Rahmen der Querschnittsstudie
entnommenen Nasentupfer (Ferkelerzeugerbetriebe)
Bestand Z 1 Z 2 Z 3 Z 4 Z 5 Z 6
Tierzahl
(Anzahl der Sauen- und Aufzuchtplätze)
143 600 385 650
n.u.*
n.u.*
Anzahl Nasentupfer 50
60
50 60
Bestand Z 7 Z 8 Z 9 Z 10 Z 11 Z 12
Tierzahl 390 1850
Anzahl Nasentupfer
(Anzahl der Sauen- und Aufzuchtplätze)
n.u.*
55
n.u.*
60
n.u.*
n.u.*
*n.u. = nicht untersucht
Die Bestände, die bereits im Rahmen des ersten Bestandsbesuchs als MRSA-positiv identifiziert worden
waren, wurden nicht erneut untersucht.
Tabelle 11: Anzahl der beim zweiten Bestandsbesuch im Rahmen der Querschnittsstudie
entnommenen Nasentupfer (geschlossenes System)
Bestand GS 1 GS 2 GS 3 GS 4 GS 5 GS 6
Tierzahl
(Anzahl der Sauen- und Mastplätze)
340 140 150 190 580
n.u.*
Anzahl Nasentupfer 55 50 50 50 60
Bestand GS 7 GS 8 GS 9 GS 10 GS 11 GS 12
Tierzahl 885 200 210 2130 196 420
Anzahl Nasentupfer
(Anzahl der Sauen- und Mastplätze)
60 55 55 60 55 55
*n.u. = nicht untersucht
Die Bestände, die bereits im Rahmen des ersten Bestandsbesuchs als MRSA-positiv identifiziert worden
waren, wurden nicht erneut untersucht.
40

Material und Methoden
3.3.2 Statistische Auswertung des Fragebogens
Nach der Probenentnahme folgte das Ausfüllen des Fragebogens durch Befragung des
Betriebsleiters. Der in Anlehnung an das EH-Verbundprojekt zur MRSA-Problematik in
konventionellen Schweinebeständen erstellte Fragebogen, wurde nach den Richtlinien für den
ökologischen Landbau gemäß der Verordnung (EG) Nr.834/2007 überarbeitet (siehe Anlage 1).
Die Auswertung der über die Betriebsfragebögen erhobenen Daten erfolgte durch Eingabe
ausgewählter Datensätze in Excel .07 und der anschließenden statistischen Berechnung mit
Hilfe des Programms SAS .09. Die Auswahl der Bestandsmerkmale, die auf diese Weise für
jeden Untersuchungsbestand ausgewertet wurden, erfolgte nach der subjektiven Einschätzung
der Autorin über einen möglichen epidemiologischen Zusammenhang zwischen der
Merkmalsausprägung und dem MRSA-Status der Bestände. Aufgrund der geringen Anzahl
MRSA-positiver Bestände wurde ausschließlich der für kleine Stichprobengrößen geeignete
Fisher´s Exact Test zur Berechnung verwendet.
3.3.3 Longitudinalstudie (Phase 2)
3.3.3.1 Auswahl der Untersuchungsbestände
Unter den aus der Querschnittsstudie als MRSA-positiv hervorgegangenen Beständen wurden
sechs für die weiterführende Beprobung im Rahmen der Longitudinalstudie ausgewählt. In
welchen MRSA-positiven Beständen die Beprobungen fortgeführt wurden, ist Tabelle 12 zu
entnehmen.
Tabelle 12: Bestandstyp und Bestandsgröße der Untersuchungsbestände der
Longitudinalstudie
Bestand Name
Nummer (Querschnittsstudie)
Bestandstyp Tierplätze Bundesland
1 Z 4 Ferkelerzeugerbetrieb 750 SP Niedersachsen
2 Z 7 Ferkelerzeugerbetrieb 28 SP, 118 MP NRW
3 Z 9 Ferkelerzeugerbetrieb 56 SP Hessen
4 GS 1 Geschlossenes System 42 SP, 220 MP Hessen
5 M 8 Mastbestand 1000 MP NRW
6 M 2 Mastbestand 200 MP NRW
MP = Mastplätze, SP =Sauenplätze
41

Material und Methoden
Die bestandsspezifischen Charakteristika der in der Longitudinalstudie untersuchten Bestände
bezüglich Haltung, Hygienestatus und Bestandsmanagement werden im Folgenden näher
erläutert.
• Bestand 1
Beim Bestand 1 handelt es sich um einen Ferkelerzeugerbetrieb mit 750 Sauen in
Freilandhaltung. Die künstliche Besamung der Sauen erfolgt in einem zeltartigen Gebäude, in
dem zeitweise ein Eber zur Brunststimulation fixiert wird. Während der Tragezeit werden die
Sauen in festen Gruppen auf der Weide gehalten und von Hand gefüttert. Die Abferkelung
erfolgt in Hütten mit Stroh-Einstreu, die nach dem Absetzen der Ferkel umgesetzt werden.
Auch hier findet die Fütterung der säugenden Sauen von Hand statt. Alle Sauen werden
regelmäßig gegen das Circo-, das PRRS-Virus, gegen Parvovirose und Rotlauf sowie mittels
einer stallspezifischen Vakzine gegen Pasteurellen und Bordetellen geimpft. Die Ferkel werden
nach einer Säugezeit von 40 Tagen abgesetzt und für die weitere Aufzucht bis zum Verkauf in
ca. 1,5km entfernte Stallungen umgestallt. Dabei handelt es sich um mit Stroh eingestreute
Laufställe für jeweils 170 Tiere, deren Belegung im Rein-Raus-Verfahren erfolgt. An jeden der
Laufställe schließt sich ein überdachter, 25m² großer Auslauf mit Betonspaltenboden an. Die
Fütterung der Absatzferkel erfolgt durch Trockenfutter-Automaten. Zusätzlich steht Heu als
Raufutter zur Verfügung. Bei den Tränken in den Aufzuchtställen handelt es sich um
sogenannte „Aqua-Level“ Trogtränken, in denen durch ein Schwimmerventil ein bestimmter
Wasserspiegel konstant gehalten wird. Die Absatzferkel werden gegen Mykoplasmen sowie
gegen das Circo- und das PRRS-Virus geimpft. Einzeltiere, die während der Aufzucht
erkranken oder aus anderen Gründen nicht an Mastbetriebe verkauft werden können, werden in
sieben der insgesamt 26 Laufställe in 180 Tagen aufgemästet und konventionell vermarktet.
Etwa 75% des benötigten Futters wird zugekauft, 25% sind betriebseigen. Kartoffeleiweiß aus
konventioneller Herstellung wird als Eiweißergänzungsfuttermittel eingesetzt. Der Betrieb
befindet sich auf einem ehemaligen Militärgelände. Sowohl das Areal, in dem die Sauen
gehalten werden, als auch der räumlich davon getrennte Bereich, in dem sich die Laufställe für
Absatzferkel und Mastschweine befinden, sind von allen Seiten eingezäunt und nur durch
abschließbare Tore zu betreten. Der Betrieb wird vom Betriebsleiter und mindestens sieben, bei
Zeiten mit erhöhtem Arbeitsaufwand auch mehr Mitarbeitern bewirtschaftet. Ein ständiger
Mitarbeiter ist dabei allein für die Betreuung der säugenden Sauen zuständig. Zwei weitere
Mitarbeiter betreuen ausschließlich die Aufzucht- und Mastställe. Die Remontierung der Sauen
erfolgt durch den Zukauf konventionell aufgezogener Jungsauen.
42

Material und Methoden
• Bestand 2
Beim Untersuchungsbestand 2 handelt es sich um einen Ferkelerzeugerbetrieb mit 28 Sauenund
118 Aufzuchtplätzen. Zur Mast von Tieren, die nicht als Absatzferkel verkauft werden,
stehen weitere 118 Plätze zur Verfügung, die jedoch nur teilweise genutzt werden. Die
Abferkelbuchten sowie die Mastställe befinden sich im vorderen, gedämmten Gebäudeteil,
welcher durch einen überdachten Korridor mit einem weiteren, offener gestalteten Teil
verbunden ist, in dem sich der Wartebereich, das Deckzentrum sowie die Aufzuchtställe
befinden. Das Stallgebäude ist nur durch eine Hygieneschleuse zu betreten, in der für jeden
Besucher ständig saubere, bestandseigene Kleidung in Form von Overall und Gummistiefeln
bereit liegt. Den Übergang vom Umkleideraum zum Stall bildet ein ca. 20cm tiefes
Desinfektionsbecken. Hier befindet sich auch eine Stiefelreinigungsvorrichtung mit fließendem,
heißem Wasser. Zur Abferkelung stehen vier Abferkelbuchten mit konventionellen
Sauenständen bereit, die mit Sägespänen eingestreut sind. Die Haltung der Sauen im Ständer ist
auf ca. 24 Stunden nach dem Abferkeln begrenzt und soll die Saugferkelverluste durch
Erdrücken vermindern. Anschließend werden Sauen und Ferkel in die angrenzenden
Bewegungs-Abferkelbuchten umgestallt. In jeder dieser mit Stroh eingestreuten Buchten,
befindet sich jeweils ein Ferkelnest in Form einer Kunststoff-Hütte mit schrägem Dach. Die
Ferkelnester sind vom Gang aus durch Aufklappen des Daches zu öffnen. An jede der neun
Bewegungsabferkelbuchten ist ein 3m² großer, betonierter Auslauf angeschlossen, der zur
Hälfte überdacht ist und zu dem Sauen und Ferkel freien Zugang haben. Über einfache Gitter
zwischen den Ausläufen ist stets ein direkter Kontakt von Sauen und Ferkeln aus verschiedenen
Abteilen möglich. Die Fütterung der ferkelführenden Sauen erfolgt von Hand, Tränken sind in
Form von Nippel- und Trogtränken vorhanden. Alle Sauen werden regelmäßig gegen das
PRRS-Virus sowie gegen Parvovirose und Rotlauf geimpft. Gegenüber den
Bewegungsabferkelbuchten befinden sich 12 weitere Buchten mit betonierten, teilweise
überdachten Ausläufen, in denen bei Bedarf jeweils 10 bis 12 Tiere zur Mast untergebracht
werden können. Über einen breiten, überdachten Gang schließt sich an den isolierten
Gebäudeteil, in dem Abferkel- und Mastbuchten untergebracht sind, ein weiterer Gebäudeteil
an. Dieser ist ähnlich einer Scheune mit entsprechender Deckenhöhe luftig und offen gestaltet,
hier befinden sich Wartestall und Deckzentrum, eine Eberbucht sowie die Ställe für die
Ferkelaufzucht. In diesem Teil des Gebäudes wird auch das Stroh gelagert. Im Wartestall und
im Deckzentrum werden die Sauen in Einzelständen über einen Trog von Hand gefüttert. An
die Ständer ist ein mit Stroh eingestreuter, innen liegender Auslauf angeschlossen, über den die
43

Material und Methoden
Sauen Zugang zu einer Hütte haben. Dieser Auslauf hat eine Größe von ca. 25m² und wird von
allen Sauen im Deckzentrum und Wartebereich gemeinsam genutzt. Die Eberbucht mit dem
dazugehörigen Auslauf befindet sich zwischen dem Wartestall, beziehungsweise Deckzentrum
und einer Jungsauenbucht. Auf der gegenüberliegenden Seite des scheunenartigen
Stallgebäudes befinden sich drei 24m² große Laufställe zur Ferkelaufzucht mit jeweils 39
Tierplätzen, die jedoch zum Zeitpunkt der Probennahme nicht voll belegt werden. Auch hier
steht den Tieren ein teilweise überdachter, je 20m² großer Auslauf zur Verfügung. Nach einer
Säugezeit von 40 Tagen werden die Ferkel hier eingestallt. Die Ferkel werden gegen
Mykoplasmen und das Circo-Virus geimpft. Die Fütterung der Aufzuchtferkel erfolgt ad
libitum über Trockenfutter-Automaten. Den Tieren stehen Nippeltränken zur Verfügung. Alle
Tiere des Bestandes werden mit zugekauftem, 100% ökologisch angebautem Futter ohne
konventionelle Bestandteile gefüttert. Als Raufutter steht den Tieren neben dem Stroh auch
Heu zur Verfügung. Die Buchten und Gänge werden regelmäßig mit einem Hochdruckreiniger
gereinigt. Der gesamte Betrieb machte einen sehr gepflegten, gut organisierten Eindruck. Der
Schweinebestand ist Teil eines großen Komplexes, in dem neben der ökologischen
Schweinehaltung auch die konventionelle Haltung von Rindern und Schweinen betrieben wird.
Der hier beschriebene Stall befindet sich jedoch etwas außerhalb und ist nur über eine
gesonderte Zufahrtsstraße zu erreichen. Der Betrieb wird von einem leitenden Mitarbeiter
sowie von ein bis zwei Auszubildenden bewirtschaftet. Da es sich um bei dem Stall um einen
Teil einer öffentlichen Einrichtung handelt, erhalten mehrmals im Jahr auch größere
Besuchergruppen Zugang. Über die Ausläufe können Katzen in das Stallgebäude gelangen.
• Bestand 3
Bei diesem Bestand handelt es sich um einen Ferkelerzeugerbetrieb mit 56 Sauenplätzen, der
bis zu 30% seiner Ferkel selbst mästet und den der Betriebsleiter im Haupterwerb
bewirtschaftet. Vor etwa drei Jahren sanierte der Betriebsleiter seinen Sauenbestand aufgrund
eines Dysenterie-Bestandsproblems durch den Kauf konventionell aufgezogener Jungsauen.
Die Remontierung der Jungsauen erfolgt nun jährlich durch den Zukauf mehrerer konventionell
aufgezogener Jungsauen aus demselben Bestand. Das Stallgebäude, ein ehemaliger Kuhstall, ist
in den 70er Jahren erbaut und im Jahr 2000 für die ökologische Schweinehaltung umgebaut
worden. Alle Teilbereiche des Stalls sind in diesem Gebäude untergebracht und nur teilweise
durch Wände abgetrennt. Im Abferkelstall befinden sich 16 mit Stroh eingestreute
Abferkelbuchten ohne Auslauf, in denen die Sauen von der Abferkelung bis zum 20. Tag der
Säugezeit in Einzelständen gehalten werden. Anschließend werden je vier ferkelführende Sauen
44

Material und Methoden
in das benachbarte Stallabteil umgestallt, wo sie bis zum Absetzen der Ferkel am 40. Tag in
Gruppe gehalten werden. Die Abferkelabteile sowie der Bereich des Gruppensäugens sind
dabei kontinuierlich belegt. Die Entmistung erfolgt teilweise von Hand, teilweise mit Hilfe
eines Schleppmist-Schiebers, wie er in der Rinderhaltung zum Einsatz kommt. In Deckzentrum
und Wartestall sind Scheuereinrichtungen für die Sauen angebracht. Die Sauen werden
regelmäßig gegen Parvovirose und Rotlauf geimpft. Die Fütterung der Sauen im Deckzentrum,
Warte- und Abferkelbereich erfolgt über Trockenfutterautomaten mit 100% ökologisch
produzierten Futtermitteln. Diese werden vom Betriebsleiter mittels Schubkarre und Eimer
nacheinander von Hand befüllt. Als Tränken stehen Trogtränken zur Verfügung. Nach dem
Absetzen werden die Sauen in das Deckzentrum mit angeschlossenem Wartebereich
umgetrieben, wo den Tieren ein befestigter Auslauf zur Verfügung steht. Hier werden die
Sauen künstlich besamt und stehen zur Brunststimulation mit einem Eber in Kontakt. Die
Ferkel werden nach dem Absetzen in einen, durch eine Trennwand untergliederten Laufstall
verbracht, der insgesamt Platz für etwa 180 Tiere bietet und mit Stroh eingestreut ist. Die
Absatzferkel haben im Aufzuchtstall Zugang zu einem überdachten Auslauf. Alle Ferkel
werden gegen Mykoplasmen, das Circo-Virus sowie gegen E.coli geimpft. Die Tiere, die zur
Mast im Bestand verbleiben, sind in einem benachbarten Laufstall untergebracht, der analog
zum Aufzuchtstall gestaltet ist und ebenfalls über einen Auslauf verfügt. Bei der Fütterung der
Absatzferkel und Mastschweine kommen wiederum Trockenfutterautomaten zum Einsatz, die
von Hand befüllt werden. Hier wird, zusätzlich zu den ökologischen Futtermitteln
konventionell hergestelltes Kartoffeleiweiß eingesetzt. In der Ferkelaufzucht stehen den Tieren,
wie in der Mast, Nippeltränken zur Verfügung. Der Stall kann nur über eine Hygieneschleuse
betreten werden, in der auch eine Dusche vorhanden ist. Diese wird jedoch nicht benutzt. Der
Betriebsleiter selbst trägt Schutzkleidung in Form von Overall und Stiefeln, wohingegen die
Familienangehörigen des Mannes den Stall zuweilen auch ohne Schutzkleidung betreten. Die
Reinigung der einzelnen Ställe erfolgt regelmäßig, eine Desinfektion mit Ameisensäure wird
nur gelegentlich durchgeführt.
• Bestand 4
Beim Bestand 4 handelt es sich um einen ökologisch wirtschaftenden Schweinebetrieb, der Teil
einer Einrichtung zur Betreuung geistig und körperlich beeinträchtigter Menschen ist. Der
Betrieb wird als geschlossenes System bewirtschaftet und verfügt über 42 Sauen- sowie 200
Mastplätze. Seit einem Umbau im Jahr 2000 werden hier Schweine nach den Richtlinien des
ökologischen Landbaus gehalten. Der Betrieb besteht aus mehreren Teilgebäuden, in denen
45

Material und Methoden
jeweils tragende und ferkelführende Sauen sowie Absatzferkel und Mastschweine
untergebracht sind. Die Sauen werden zum Abferkeln in geräumige Einzelbuchten umgestallt,
in denen sich das Ferkelnest befindet und die jeweils Zugang zu einem etwa 3m² großen,
überdachten Auslauf haben. Nach der Hälfte der Säugezeit werden die ferkelführenden Sauen
in Großraumbuchten umgestallt, wo sie bis zum Absetzen der Ferkel in Gruppe gehalten
werden. Eine Gruppe besteht aus drei bis vier Sauen und ihren Würfen, die sich jeweils einen
überdachten, ca. 12m² großen und mit Stroh eingestreuten Auslauf teilen und Futtertröge sowie
Napftränken gemeinsam nutzen. Sauen und Ferkeln steht Raufutter in Form von Heu oder
Silage aus eigener Produktion zur Verfügung. In den Sommermonaten wird zusätzlich
Grünfutter angeboten. Alle Sauen werden regelmäßig gegen Parvovirose und Rotlauf, gegen
das PRRS und das Porcine Circovirus-2 sowie durch eine kombinierte Vakzine gegen E.coli
und Clostridien immunisiert. Die Remontierung der Jungsauen erfolgt teilweise aus
Eigenremontierung, teilweise auch aus dem Zukauf konventionell aufgezogener Jungsauen. Die
Abferkelbuchten werden nach jedem Durchgang gereinigt und mit Peressigsäure desinfiziert.
Nach einer Säugezeit von 42 Tagen werden die Ferkel in den Aufzuchtstall, der sich in einem
separaten Teil eines ca. 200m entfernten Stallgebäudes befindet, umgestallt. Dieser besteht aus
fünf Abteilen, die mit Stroh eingestreut sind und Platz für ca. 20 Tiere bieten. Hier haben die
Tiere Zugang zu betonierten, teilweise überdachten und durch Gitter abgetrennten Ausläufen
und werden über Trockenfutterautomaten gefüttert. Als Eiweißergänzer wird sowohl in der
Ferkelaufzucht, als auch in der Mast Kartoffeleiweiß aus konventioneller Herstellung
eingesetzt. Die Tränken sind als Napftränken gestaltet. Die Ferkel werden regelmäßig gegen
Mykoplasmen, gegen das Porcine Circo-Virus, gegen Porcine Ileale Adenomatose (PIA) sowie
mittels einer stallspezifischen Vakzine gegen Streptokokken-Infektionen geimpft. Wie im
Abferkelbereich erfolgt auch in den Auftzuchtställen eine regelmäßige Desinfektion mit
Peressigsäure. Die Stallungen für die Mastschweine befinden sich in einem anderen
Stallgebäude. Die Abteile des Maststalls sind ähnlich denen des Aufzuchtstalls gestaltet. Auch
hier ist für jedes Abteil ein separater betonierter und teilweise überdachter Auslauf vorhanden,
über den der Kontakt zwischen Tieren benachbarter Abteile möglich ist. Die Belegdichte dieser
Abteile war zum Zeitpunkt meiner Untersuchungen eher gering. Die Fütterung der
Mastschweine erfolgt über Trockenfutterautomaten. Als Raufutter dient Heu oder Silage. Ein
Teil der Tiere wird in 236 Tagen bis zu einem Gewicht von 220 kg gemästet und als
sogenannte XXL-Schweine vermarktet. Neben der hier beschriebenen ökologischen
Schweinehaltung werden auf dem Betrieb auch Masthähnchen und Gänse nach den Richtlinien
der ökologischen Tierhaltung gehalten. Eine kleine Mutterkuhherde ist ebenfalls Teil des
46

Material und Methoden
Betriebes, der von insgesamt vier leitenden Mitarbeitern und 15 geistig oder körperlich
beeinträchtigten Mitarbeitern bewirtschaftet wird. Die Haltung der Masthähnchen, Gänse und
Rinder ist sowohl bezüglich der zuständigen Mitarbeiter, als auch bezüglich der
Bestandskleidung von der Schweinehaltung strikt getrennt. Über die Ausläufe haben Katzen
Zugang zum Stall. Im Eingangsbereich des Haupt-Stallgebäudes ist eine Hygieneschleuse in
Form eines Umkleidraums vorhanden, in dem für Mitarbeiter und Besucher bestandseigene
Schutzkleidung zur Verfügung steht. Insgesamt machten sowohl die Stallgebäude, als auch der
Umkleide- und Aufenthaltsraum einen sehr gepflegten und gut organisierten Eindruck. Der
Stallkomplex mit den Ausläufen für Sauen, Absatzferkel und Mastschweine liegt etwa 500m
von den Werkstätten und Wohngebäuden der Einrichtung entfernt.
• Bestand 5
Der Bestand 5 umfasst ca. 250 Mastschweine. Die Schweinemast stellt auf dem Hof nur einen
Teilerwerbszweig dar. Alle Schweine werden in einem zusammenhängenden Gebäude
gehalten, welches 1941 erbaut wurde und seit 1972 als Schweinestall genutzt wird. Der Betrieb
wird seit 1989 nach den Richtlinien der ökologischen Schweinehaltung von dem Betriebsleiter
und mehreren Mitarbeitern bewirtschaftet, wobei nur einer der Mitarbeiter für die Betreuung
des Schweinebestands zuständig ist. Der Stall ist kontinuierlich belegt: insgesamt 10
Großraumbuchten bieten Platz für je 25 Tiere. Zum Zeitpunkt der Probennahmen war die
Belegdichte gering. Jede der Buchten ist mit Stroh eingestreut und verfügt über einen
geräumigen, ebenfalls mit Stroh eingestreuten Auslauf, in dem Nippeltränken angebracht sind.
Auf der dem Hof zugewandten Seite des Stalls sind die Ausläufe nicht überdacht. Bei
regnerischem Wetter stehen große Wasserpfützen im Auslauf. Die Ausläufe auf der anderen
Stallseite sind dagegen vollständig überdacht. Das Stallgebäude ist kontinuierlich belegt. Dabei
erfolgt die Belegung der Buchten mit Schweinen einer Altersgruppe nach dem
Rotationsprinzip: Angelieferte Absatzferkel, die alle aus einer Herkunft stammen, werden im
hinteren Teil des Stallgebäudes eingestallt und während der 120tägigen Mastperiode mehrfach
in die jeweils benachbarte Bucht umgestallt. Die Endmast erfolgt dann in den Buchten im
vorderen Teil des Stalls. Zur Fütterung in der Vormast dienen Brei-, zur Fütterung in der
Endmast Trockenfutterautomaten. Das Futter stammt zum Teil aus eigener Produktion und wird
in der Vormast durch konventionell hergestelltes Kartoffeleiweiß ergänzt. Als Raufutter wird
neben Stroh Silage aus eigenem Anbau eingesetzt. Die Reinigung der Ställe erfolgt nur
gelegentlich. Bevor die Buchten neu belegt werden, werden sie teilweise ausgemistet und neu
eingestreut. Im Laufe der Mast werden die Buchten in großen Abständen übergestreut. Es wird
47

Material und Methoden
weder mit Wasser gereinigt, noch werden Desinfektionsmaßnahmen durchgeführt. Sowohl der
Betriebsleiter, als auch der für den Schweinestall zuständige Mitarbeiter tragen bei Arbeiten im
Stall keine Schutzkleidung. Auch von Besuchern wird dies nicht erwartet. Katzen sowie der
Hund des Betriebsleiters haben sowohl über die Ausläufe als auch durch direkten Zutritt zum
Stall Kontakt zu den Schweinen. In dem, dem Schweinestall vor gelagerten Gebäudeteil sind
Pferde in Boxenhaltung untergebracht. Das Wohnhaus des Betriebsleiters grenzt an den
Pferdestall und liegt von den Ausläufen der Schweine ca. 30m entfernt. Der Betriebsleiter
berichtete bezüglich der Frage nach dem Schädlingsbefall über ein hochgradiges
Fliegenproblem im Sommer sowie über ein gehäuftes Vorkommen von Ratten. Zu Impfungen
der an ihn gelieferten Absatzferkel sowie über den Einsatz allopathischer Tierarzneimittel im
Bestand wurden keine Angaben gemacht.
• Bestand 6
Beim Bestand 6 handelt es sich um einen vergleichsweise großen ökologisch bewirtschafteten
Mastbestand mit 1000 Mastplätzen. Neben Schweinen aus Kreuzungen konventioneller Rassen,
mästet der Betrieb Bunte Bentheimer Schweine- eine heimische Rasse mit hohem
intramuskulärem Fettanteil. Der Landwirt vertreibt einen Teil seiner Erzeugnisse über die
Direktvermarktung. Die Schweine sind in verschiedenen Stallgebäuden untergebracht: Das
Hauptgebäude liegt gegenüber dem Wohnhaus des Betriebsleiters und seiner Familie. Es wurde
2003 nach den Richtlinien der ökologischen Schweinehaltung umgebaut. Bis zu diesem
Zeitpunkt wurde hier konventionelle Schweinemast betrieben. Heute besteht der Stall aus
Großraumbuchten mit Teilspaltenböden, die zum Zeitpunkt der Probennahmen voll belegt
waren. Jede der Buchten bietet Platz für 50 Tiere, verfügt über eine überdachte, eingestreute
Liegefläche und einen zur Hälfte überdachten Auslauf mit Tiefstreu. Zwei gegenüberliegende
Buchten sind jeweils durch einen Gang getrennt. Hinter dem Hauptgebäude liegt ein 2003 neu
errichteter Außenklimastall, in dem die Schweine der Rasse Bunte Bentheimer gehalten
werden. In diesem Stall sind insgesamt 24 Buchten für je 10 Tiere vorhanden. Dabei besteht
jede Bucht aus einer überdachten, mit Stroh eingestreuten Liegefläche und einem Auslauf mit
Betonspaltenboden, der ins Innere des Gebäudes führt. Die Tiere befinden sich also in einem
der Außenwelt sehr ähnlichen Klima, ohne direkten Kontakt zur Außenwelt zu haben. Die
Fütterung der Tiere erfolgt in beiden Stallgebäuden mittels Breifutterautomaten, über die zu
100% ökologisch hergestelltes Futter ad libitum angeboten wird. Weder in der Vor- noch in der
Endmast wird Futter konventioneller Herkunft eingesetzt. Raufutter steht den Tieren in Form
von Stroh und Silage aus eigener Produktion zur Verfügung. Die Wasserversorgung erfolgt
48

Material und Methoden
über Nippeltränken, die jeweils in den Ausläufen angebracht sind. Eine Reinigung und
Desinfektion der Ställe wird, zusätzlich zur täglichen Entmistung per Hand, regelmäßig
durchgeführt. Der Betriebsleiter berichtet über hohen Befall mit Ratten, mit deren regelmäßiger
Bekämpfung eine Firma beauftragt wird. Katzen haben, unter anderem über die Ausläufe,
Zugang zum Stall. Auf dem Betrieb werden auch zwei Hunde gehalten, die jedoch laut Angabe
des Landwirtes keinen Kontakt zu den Schweinen haben. Weiterhin werden Pferde gehalten,
deren Stall räumlich entfernt von dem der Mastschweine liegt. Zur Bewirtschaftung seines
Hofes beschäftigt der Betriebsleiter zwei Mitarbeiter und einen Auszubildenden.
Der Landwirt bezieht Absatzferkel aus vier verschiedenen Herkünften, die anschließend
zusammen gehalten werden. Zwei der Herkünfte wurden im Rahmen dieser Studie ebenfalls
beprobt: Es handelt sich um den MRSA-negativen Ferkelerzeugerbestand Z 8 sowie den
MRSA-positiven Ferkelerzeugerbestand Z 7 (entspricht Bestand 2 der Longitudinalstudie). Bei
den im Rahmen der Longitudinalstudie beprobten Tieren dieses Betriebes handelt es sich um 12
Tiere, die aus dem MSRA-positiven Bestand 2 stammen. Die Absatzferkel aller Herkünfte
waren gegen das Porcine Circo-Virus sowie gegen Mykoplasmen geimpft.
3.3.3.2 Probenentnahme
Die Probennahmen für die Longitudinalstudie (Phase 2) erfolgten von Juli 2010 bis Februar
2011. Von 11 aus der Querschnittsstudie als „MRSA-positiv“ hervorgegangenen Beständen,
wurden zwei Mastbestände (M 3 und M 8), drei Ferkelerzeugerbetriebe (Z 4, Z 7 und Z 9) und
ein geschlossenes System (GS 6) für die weiterführende Beprobung ausgewählt.
3.3.3.2.1 Probenentnahme bei Schweinen
In jedem Bestand wurde eine festgelegte Tierzahl mittels Ohrmarken gekennzeichnet und im
Laufe des Lebens wiederholt auf eine Besiedlung mit MRSA untersucht. Das zur
Probenentnahme im Rahmen der Longitudinalstudie verwendete Material ist Tabelle 36,
Anlage 2, zu entnehmen. Die Beprobungszeitpunkte wurden analog der Probenentnahme-
Schemata des EH-Verbundvorhabens zum Vorkommen von MRSA in konventionell
wirtschaftenden Schweinebeständen gewählt und sind in den Tabellen 12 bis 14 aufgeführt.
Je Mastbestand wurden Nasenabstriche von 12 zufällig ausgewählten Mastschweinen nach der
in 3.3.1.1 beschriebenen Methode entnommen.
In den Ferkelerzeugerbeständen sowie dem geschlossenen System wurden jeweils 4 Sauen, aus
dem Wurf jeder Sau 4 Ferkel sowie ein Eber mittels Nasenabstrichen auf eine Besiedlung mit
MRSA untersucht. Zusätzlich zu den Nasen-, wurden bei Sauen auch Vaginaltupfer
49

Material und Methoden
entnommen. Dazu wurden die Labien der Sau mit der linken Hand gespreizt, der Tupfer mit der
rechten Hand in leicht kreisender Bewegung ca. 2cm tief eingeführt und eine Probe von der
Vaginalschleimhaut entnommen.
Im geschlossenen System erfolgte die Probenentnahme bis zum Absetzen der Ferkel analog der
Beprobungen in den Ferkelerzeugerbeständen. Nach dem Absetzen wurden 10 der 16
gekennzeichneten Ferkel entsprechend dem Beprobungsschema für Mastbestände mittels der
Entnahme von Nasentupfern (siehe 3.3.1.1) bis zum Ende der Mast weiter untersucht.
Tabelle 12: Beprobungsschema Longitudinalstudie, Mastbestand
Beprobungstermin Mastschwein 1 Umgebung 3
1. Tag der Anlieferung X X
2. Nach 2 Wochen X X
3. Nach 6 Wochen X X
4. Am Ende der Mast X X
1
Nasenabstrich; 3 Staubprobe und Sockentupfer
Tabelle 13: Beprobungsschema Longitudinalstudie, Ferkelerzeugerbetriebe
Beprobungstermin Sau 1 Ferkel 2 Eber 2 Umgebung 3
1. Einstallung Sau in
Abferkelstall
2. Unmittelbar nach
der Geburt
X
X X X
X
3. Beim Absetzen X X X
4. Beim Verlassen des
X X X
Deckzentrums
1 Nasen- und Vaginalabstrich; 2 Nasenabstrich; 3 Staubprobe und Sockentupfer
50

Material und Methoden
Tabelle 14: Beprobungsschema Longitudinalstudie, geschlossenes System
Ferkel /
Beprobungstermin Sau 1 Mastschwein 2 Eber 2 Umgebung 3
1. Einstallung Sau in
Abferkelstall
X
X
2. Unmittelbar nach der
Geburt
X X X
3. Beim Absetzen /
Umstallung in Maststall
X X X
4. Beim Verlassen des
Deckzentrums
X X X
5. 2 Wochen nach
Umstallung
X
X
6. 6 Wochen nach
Umstallung
X
X
7. Am Ende der Mast X X
1 Nasen- und Vaginalabstrich; 2 Nasenabstrich; 3 Staubprobe und Sockentupfer
3.3.3.2.2 Beprobung der Tierumgebung
Die Beprobung der Tierumgebung erfolgte zuerst durch die Entnahme eines ‚Sockentupfers‘.
Dabei wurde ein steriler Sockentupfer unter Verwendung von Einweghandschuhen über einen
Einweg-Überschuh gezogen. Anschließend wurde der gesamte Stallgang bis zum
Ausgangspunkt zurück abgeschritten. Alternativ wurden im Bestand 1, einer Outdoor-Haltung,
der unbefestigte Untergrund der auf Weideland aufgestellten Sauenhütten sowie der
unbefestigte Untergrund des Deckzentrums auf die gleiche Weise beprobt. Der Sockentupfer
wurde ‚über links‘ gezogen und in einen sterilen Stomacherbeutel überführt. Anschließend
folgte die Entnahme der Staubprobe wie unter 3.3.1.1 beschrieben. Die Nasen- und
Vaginaltupfer sowie Sockentupfer und Staubprobe wurden gekühlt gelagert und innerhalb von
72 Stunden untersucht. Ausgewählte MRSA-Isolate wurden anschließend zur Bestimmung des
spa-Typs und zur Sequenzierung der SCCmec-Kassette an das Bundesinstitut für
Risikobewertung (BfR) in Berlin übersandt.
51

Material und Methoden
3.3.3.2.3 Probenentnahme bei beruflich exponierten Personen
Die Entnahme der Nasenabstriche bei Betriebsleitern und Angehörigen sowie Mitarbeitern
wurde von diesen selbst durchgeführt. Dabei wurde der trockene Tupfer unter Vermeidung von
Hautkontakt nacheinander in beide Nasenlöcher bis zu einer Tiefe von 1 bis 1,5cm kreisend
eingeführt. Alle MRSA-Isolate wurden zur Bestimmung des spa-Typs und zur Sequenzierung
der SCCmec-Kassette an das Bundesinstitut für Risikobewertung in Berlin übersandt.
Diejenigen Personen, bei denen eine MRSA-Besiedlung vorlag, wurden anschließend
telefonisch befragt, um mögliche epidemiologische Einflussfaktoren identifizieren zu können.
3.3.3.2.4 Probenentnahme bei Haustieren
Neben den Schweinen wurden auch Haustiere (Hunde) stichprobenartig sowie alle auf dem Hof
lebenden oder arbeitenden Personen mittels Nassenabstrichen auf eine Besiedlung mit MRSA
untersucht. Die Entnahme der Nasentupfer bei Haustieren (Hunden) erfolgte dabei nach der
unter 3.1.1 beschriebenen Methodik. Die Beprobung der Haustiere beschränkte sich auf Hausund
Hofhunde. Diese wurden nicht in allen Beständen, sondern nur im Bestand 1,3 und 5
gehalten.
• Bestand 1
Im Bestand 1 wurden einmalig die Nasenabstriche von zwei Hofhunden entnommen. Diese
können sich innerhalb eines abgegrenzten Areals auf einem Teil des Geländes frei bewegen,
haben jedoch keinen direkten Kontakt zu den Schweinen. Die Hunde werden vom Landwirt als
Wachhunde gehalten und verlassen das Gelände in der Regel nicht.
• Bestand 3
Im Bestand 3 wurde einmalig ein Nasenabstrich des Hofhundes entnommen. Laut Angabe des
Betriebsleiters hat der Hund keinen Zugang zu den Stallungen. Eine Kontaktaufnahme
zwischen Hund und Schweinen über den Auslauf ist jedoch möglich.
• Bestand 5
Hier wurde einmalig ein Nasenabstrich des Hofhundes entnommen, der sich im Haus und auf
dem Hof frei bewegen kann. Er hat nur selten Zugang zum Stall, ein Kontakt zwischen
Schweinen und Hund ist jedoch über die Ausläufe jederzeit möglich.
52

3.4 Probenuntersuchung
Material und Methoden
3.4.1 Kulturelle Untersuchung
Material
Eine detaillierte Übersicht über das Material, dass bei der kulturellen Untersuchung der
Nasentupfer- und Umgebungsproben verwendet wurde, ist Anlage 3 zu entnehmen.
Methoden
Die kulturelle Untersuchung der Proben wurde von der Autorin selbst durchgeführt.
Die Untersuchung der Staub-, Socken- und Tupferproben erfolgte jeweils im
Anreicherungsverfahren. Eine mehrphasige Voranreicherung diente dazu, die Konkurrenzflora
zu unterdrücken und so die Spezifität des Untersuchungsverfahrens zu steigern.
• Herstellung der Anreicherungsmedien
Für die Herstellung einer phosphatgepufferten Salzlösung wurden 1000ml destilliertes Wasser
mit 8g NaCl und 1,56g NaH 2 PO 4 gemischt. Die entstandene Lösung wurde mit einmolarer
Natronlauge auf einen pH-Wert von 7,0 bis 7,2 eingestellt. Der so behandelten Lösung wurden
anschließend 0,5ml Tween 20 zugegeben. Nach gründlicher Vermischung erfolgte das Abfüllen
der fertigen Lösung mittels sterilen Filtern und einer 10ml Spritze in sterile Röhrchen.
Bei der Herstellung der Müller-Hinton-Bouillon diente 1l H 2 O als Grundsubstanz. Nach dem
Abwiegen von 21g MHB-Pulver und 65g NaCl wurden beide Stoffe gründlich mit der
Flüssigkeit verrührt und die entstandene Lösung autoklaviert. Anschließend erfolgte das
Abfüllen von je 10ml der fertigen Müller-Hinton-Bouillon in sterile Reagenzgläser.
Zur Herstellung der Trypton-Soja-Bouillon wurde 1l H 2 O mit 60g Casein-Trypton-Soja
verrührt und die so entstandene Lösung im Anschluss autoklaviert. Der autoklavierten Bouillon
wurden dann 3,5mg Cefoxitin (Nr. C 4786, 250mg, Fa. Sigma, Taufkirchen) und 75mg
Aztreonam (Nr. A 6848, 50 mg, Fa. Sigma, Taufkirchen) zugegeben. Nach gründlicher
Durchmischung wurden je 9ml der Bouillon in sterile Reagenzgläser abgefüllt.
53

Material und Methoden
• Voranreicherungsverfahren
Als Voranreicherungsmedium diente 6,5%-ige Müller-Hinton-Bouillon. Die Nasen- und
Vaginaltupfer wurden in ein Reagenzglas mit 10ml Müller-Hinton-Bouillon überführt. Bei den
Untersuchungen im Rahmen der Querschnittsstudie (Phase 1) wurden aus zehn entnommenen
Nasentupfern jeweils zwei Poolproben à fünf Tupfer gebildet und diese nacheinander in ein
Reagenzglas überführt. Anschließend erfolgte die Durchmischung des Inhalts mittels Vortexer.
Die Untersuchung der im Rahmen des zweiten Bestandsbesuchs entnommenen 50 bis 60
Nasentupfer erfolgte auf die gleiche Weise: Hier wurden zwischen zehn und zwölf Poolproben
à fünf Tupfer untersucht. In der anschließenden Longitudinalstudie (Phase 2) erfolgte die
Untersuchung der Nasen- und Vaginaltupferproben im Einzelansatz. Hierzu wurde jeweils ein
einzelner Tupfer in das Reagenzglas eingesetzt und der Inhalt des Reagenzglases anschließend
mittels Vortexer durchmischt.
Bei der Untersuchung des Staubes wurden je 0,1g Staub mittels Analysewaage abgewogen und
in einen sterilen 100ml-Ehrlmeierkolben überführt. Der Staub wurde dann mit 10ml PBS-
Tween 20-Puffer, 0,01% vermengt und 30 min im Wasserbad (25°C) bei 120rpm geschüttelt.
Von der so behandelten Lösung wurden anschließend 1,0ml mittels steriler Glaspipette in 9ml
Müller-Hinton-Bouillon überführt.
Für die Anreicherung der Sockentupfer wurden 25ml der 6,5%-igen Müller-Hinton-Bouillon in
den, den Sockentupfer enthaltenden Stomacherbeutel gegeben und die Mischung anschließend
bei hoher Geschwindigkeit 120 Sekunden lang gestomachert.
Die Kultivierung erfolgte unter aerogenen Bedingungen für 24 Stunden bei 37°C im Inkubator.
Vom Beginn der Voranreicherung an wurde das Nachweisverfahren durch eine Positiv- und
Negativkontrolle ergänzt.
• Selektivmedien
Als Medium für die selektive Voranreicherung wurde Trypton-Soja-Bouillon mit Zusatz von
75mg/l Aztreonam und 3,5mg/l Cefoxitin genutzt.
Nach Abschluss der Inkubation der MH-Bouillon wurde bei den Tupfer- und Staubproben
jeweils 1ml der Probenlösung in ein Reagenzglas mit 9ml Trypton-Soja-Bouillon überführt. Bei
der Untersuchung der Sockentupfer wurden nach 24stündiger Inkubation bei 37°C 2,5ml der
Probenlösung aus dem Stomacherbeutel in 22,5ml Trypton-Soja-Bouillon gegeben.
Die entstandenen Lösungen wurden jeweils mittels Vortexer vermengt und für 17 Stunden bei
37°C unter aerogenen Bedingungen im Inkubator kultiviert.
54

Material und Methoden
Im Anschluss wurde mittels einer abgeflammten Öse Material aus der Selektivanreicherung
entnommen, der Inhalt einer Öse auf der Selektivplatte CHROMagar MRSA (Fa. Mast
Diagnostika Laboratoriumspräparate GmbH, Reinfeld) ausgestrichen und für 24 Stunden bei
37°C unter aerogenen Bedingungen inkubiert. Das hier verwendete Selektivmedium
CHROMagar MRSA (Fa. Mast Diagnostika Laboratoriumspräparate GmbH, Reinfeld) weist
laut einer Studie von MALHORTA-KUMAR et al., 2010 eine hohe Spezifität und Sensitivität
auf. MRSA-Kolonien wachsen auf diesem Selektivnährboden als rosa bis malvenfarbene
Kolonien und sind durch diese spezifische Färbung leicht zu identifizieren (siehe Abbildung 5).
Abbildung 5: MRSA-Kolonien auf CHROMagar MRSA (Fa. Mast Diagnostika
Laboratoriumspräparate GmbH, Reinfeld)
• Subkultivierung
Zur Subkultivierung wurden jeweils fünf verdächtige Kolonien auf der positiven Selektivplatte
markiert und auf Columbia-Schafblut-Agar subkultiviert. Die Subkultivierung erfolgte im Drei-
Ösen-Ausstrich. Danach wurde der beimpfte Blutagar bei 37°C für 24 Stunden inkubiert.
3.4.2 Biochemische Bestätigungsreaktionen zur Sicherung der Diagnose
Material
Das für die biochemischen Bestätigungsreaktionen verwendete Material ist der Anlage 3 im
Anhang zu entnehmen.
Methode
Die biochemischen Bestätigungsreaktionen wurden von der Autorin selbst durchgeführt. Dazu
wurden die auf dem Blutagar subkultivierten Kulturen, zuerst auf die für MRSA typischen
Kriterien der Kulturmorphologie untersucht: Sofern es sich um weiß-gräuliche, mittelgroße,
55

Material und Methoden
glattrandige und undurchsichtige Kolonien mit Doppel-Hämolyse handelte, folgte weitere
Diagnostik mittels biochemischer Bestätigungsreaktionen zur Sicherung der Diagnose.
• Katalase
Die Katalasereaktion dient der Abgrenzung der Katalase-positiven Staphylokokken von den
Katalase-negativen Streptokokken. Dazu wurde auf einem Objektträger ein Tropfen 3%-iger
Wasserstoffperoxid-Lösung mit einer Öse bakteriellen Materials von der typischen Subkultur
vermengt. Im Falle der Anwesenheit des Enzyms Katalase kommt es durch die Umwandlung
von Wasserstoffperoxid in Wasser und Sauerstoff sofort zu Schaum- oder Blasenbildung und
die Reaktion wird als positiv bewertet. Zeigt sich eine verspätete Reaktion oder bleibt die
Schaum- oder Blasenbildung aus, wird das Ergebnis als negativ eingestuft.
• Oxidase
Der Oxidasetest basiert auf der Umwandlung molekularen Sauerstoffs durch bakterielle
Cytochromoxidasen. Dazu wird ein Tropfen Testflüssigkeit auf einen mit Filterpapier
bedeckten Objektträger gegeben. Bei Vorhandensein der Cytochromoxidasen kommt es zur
Oxidation des Farbstoffs in der Testflüssigkeit und damit zu einem Farbumschlag.
Staphylococcus aureus sind Oxidase-negativ, es kommt demnach zu keiner sichtbaren
Reaktion.
• Koagulase
Die Koagulasereaktion dient als wichtiges Merkmal der Abgrenzung der Koagulase-positiven
Stämme von S.aureus von weiteren, Koagulase-negativen Staphylokokken-Arten.
Für den Nachweis der Koagulase wurde lyophilisiertes EDTA-Kaninchenplasma verwendet.
Dafür wurden bei jeder Reaktion jeweils 300µl des mit bidestilliertem Wasser aufgefüllten
Kaninchenplasmas in ein steriles Reaktionsgefäß (Eppendorf-Gefäß) pipettiert. Mittels einer
sterilen Öse wurde ein Ausstrich typischer Subkulturen entnommen und mit dem Plasma
vermengt. Das Eppendorf-Gefäß wurde dann mit dem Deckel verschlossen, der Inhalt mittels
Vortexer vermischt und für 4 Stunden bei 37°C inkubiert. Anschließend wurde das Ergebnis
durch mehrmaliges Schwenken des Eppendorf-Gefäßes überprüft: Ein positives Ergebnis ist
dabei durch Koagulation des Kaninchenplasmas ersichtlich. Bei negativem Ergebnis wurde die
Inkubation 18 Stunden lang im Inkubator bei 37°C fortgesetzt.
56

Material und Methoden
3.4.3 3.4.3 Molekularbiologische Diagnostik - Triplex PCR nach POULSEN (2003)
Eine detaillierte Übersicht über das für die molekularbiologische Diagnostik verwendete
Material ist in Anlage 4 aufgeführt.
Methode
Die molekularbiologische Diagnostik mittels PCR schließt sich an eine positive phänotypische
Beurteilung der subkultivierten Reinkulturen sowie ein positives Ergebnis der biochemischen
Bestätigungsreaktionen an. Dafür wurde jeweils eine Ausstrichöse kulturellen Materials
entnommen, in ein steriles Reaktionsgefäß mit 1ml Tris-EDTA-Puffer überführt und bis zur
Durchführung der PCR kühl gelagert. Die Durchführung der PCR erfolgte nach
Arbeitsanweisung der Außenstelle für Epidemiologie in Bakum.
Die verwendete Positivkontrolle enthielt eine ausreichende Anzahl von Kopien der Zielsequenz
oberhalb der Nachweisgrenze. Die Negativkontrolle enthielt die gleichen Anteile wie die
kontrollierten Proben. Die Template-DNA wurde jedoch durch Zugabe einer gleichen Menge
Wasser ersetzt, sodass das verarbeitete Volumen der Negativkontrollen gleich blieb.
Die Diagnose „MRSA“ wurde anhand der Nachweise mehrerer Loci mittels des Einsatzes
zweier Primer-Paare (siehe Tabelle 15) in einer Multiplex-PCR nach POULSEN gestellt.
Tabelle 15: Verwendete Primer
Target- Primer-
Gen Bezeichnung
Primer-Sequenzen
nuc
nuc PCR1 5`-TCA GCA AAT GCA TCA CAA ACA-3`
nuc PCR2 5`-CGT AAA TGC ACT TGC TTC AGG-3`
mecA
mec up1 5`-GGG ATC ATA GCG TCA TTA TTC-3`
mec up2 5`-AAC GAT TGT GAC ACG ATA GCC-3`
Amplikon-
Größe (bp)
255
527
Vorbereitung der PCR
Zu Beginn der Arbeiten wurden die benötigten tief gefrorenen Materialien aufgetaut. Nur die
Polymerase verblieb bis zu ihrem Gebrauch auf Eis. Im nächsten Arbeitsschritt erfolgten die
Programmierung des Cyclers sowie die Beschriftung der PCR-Reaktionsgefäße.
57

Material und Methoden
Mastermix
Der Mastermix wurde nach dem Pipettierschema errechnet, wobei Negativ- und
Positivkontrollen addiert wurden. Ready-Mix und Primer-Mix wurden zusammen mit H 2 O bis
auf 25µl aufgefüllt. Anschließend wurden in diesem Arbeitsschritt die einzelnen Bestandteile
pipettiert, behutsam vermengt, kurz zentrifugiert und bis zum Gebrauch kühl gelagert.
Die 1:10 verdünnte Proben-DNA sowie das Material der Positiv- und Negativkontrolle wurden
in die PCR-Reaktionsgefäße pipettiert und diese anschließend kühl gestellt. Je nach
Reaktionsgefäß wurden dann 24µl des Mastermix zugegeben und nach Möglichkeit direkt
darauf der PCR-Cycler gestartet.
PCR
Der erste Schritt der PCR dauerte fünf Minuten bei 94°C. Schritt zwei bis vier wurde in 30
Zyklen wiederholt. Für Schritt zwei war die Temperatur im PCR-Cycler dabei auf 94°C für 30
Sekunden, in Schritt drei auf 55°C für 30 Sekunden und in Schritt vier auf 72°C für 45
Sekunden voreingestellt worden. Nach fünf Minuten bei 72°C im Schritt fünf wurde die
Lösung in Schritt sechs bei 4°C bis zur Gelelektrophorese gekühlt.
Gelelektrophorese
Zur Auftrennung der entstandenen PCR-Produkte wurde in der Gelektrophorese 1,5%iges
Agarosegel verwendet. Vor Durchführung der Elektrophorese wurde der Gelträger aus dem
Kühlschrank genommen und die Elektrophoresekammer mit dem Laufpuffer gefüllt. Als
Laufpuffer wurde TAE-Puffer verwendet. Es wurde auf eine vollständige Bedeckung des Gels
mit dem Laufpuffer geachtet. Anschließend wurde der Gelträger in korrekter Richtung in die
Gelkammer eingesetzt.
1-2µl des eingesetzten DNA-Markers wurden zusammen mit 8-10µl des PCR-Produkts in die
entsprechenden Wells pipettiert. In die Wells M 1 und M 2 wurden dann 1,5µl DNA-Ladder und
8,5µl LiChrosolv pipettiert. Aus jedem Well wurden anschließend 10µl in eine Geltasche
pipettiert. Danach wurde die Elektrophoresekammer verschlossen und für 60 Minuten eine
Spannung von 170 Volt angelegt.
Gelfärbung
Zur Färbung des genetischen Materials im Agarosegel diente 1%iges Ethidiumbromid. Die
Färbung des Gels erfolgte für 30 Minuten in einer abgedeckten Aluminium-Färbeschale mit
TAE-Puffer, destilliertem Wasser und Ethidiumbromid. Anschließend wurde das Gel aus der
58

Material und Methoden
Färbelösung entnommen und fünf Minuten in destilliertem Wasser gewaschen. Nach dem
Waschen wurde das gefärbte Gel in der Mitte einer Fotokammer platziert. Durch Bestrahlung
mit UV-Licht wurde das darin enthaltene, ebenfalls gefärbte DNA-Material zur Photoaktivität
angeregt. Die entstehenden Leuchtbanden wurden digitalisiert und mit Hilfe des Alpha-Imagers
digital ausgewertet.
Das Vorhandensein spezifischer Banden im Bereich von 255bp belegt dabei das Vorhandensein
des S.aureus spezifischen Gens nuc und dient zur Artdiagnose. Gleichzeitig auftretende Banden
bei 527bp ergeben den Nachweis des mecA Gens und liefern so die molekularbiologische
Bestätigung einer Methicillin-Resistenz.
3.4.4 Asservierung der durch die PCR bestätigten MRSA-Isolate
Material
Pasteurpipetten Pasteurpipetten, Glas, 150mm, 612-1701,
VWR International GmbH Deutschland
Cryobank
Nr. 291703, 2ml, Mast Diagnostika
Laboratoriumspräparate GmbH, Reinfeld
Methode
Die nach PCR bestätigten MRSA-Isolate wurden erneut auf Columbia-Schafblut-Agar
angezüchtet und 24 Stunden bei 37°C inkubiert. Mittels einer sterilen Öse wurde anschließend
bakterielles Material abgenommen und in beschriftete Cryobank-Röhrchen homogen
suspendiert. Nach fünfminütiger Inkubation bei Raumtemperatur wurde die in den Röhrchen
enthaltene Flüssigkeit mit sterilen Einwegpipetten abgezogen und verworfen. Die Röhrchen
wurden dann bei -72°C eingelagert.
3.4.5 Typisierung der MRSA-Stämme
Die Spa-Typisierung sowie die Bestimmung der SCCmec-Typen der MRSA-Isolate erfolgte
durch das Bundesinstitut für Risikobewertung (BfR) Berlin. Dazu wurden insgesamt 33
ausgewählte, asservierte MRSA-Isolate erneut angezüchtet und anschließend an das BfR
übersandt. Das Nachweisprinzip beider Methoden ist unter 2.3.2.2 und 2.3.2.4 beschrieben.
59

4 Ergebnisse
4.1 Ergebnisse der Querschnittsstudie
Ein Schweinebestand wurde als „MRSA-positiv“ eingestuft, sobald MRSA bei der
Untersuchung der Staubprobe oder in mindestens einer Poolprobe zu je fünf Nasentupfern
nachgewiesen und mittels PCR bestätigt worden war. Konnten weder in der Staubprobe, noch
in mindestens einer der Poolproben MRSA nachgewiesen werden, wurde der Bestand als
„MRSA-negativ definiert“ angesehen.
4.1.1 Untersuchung der Staubprobe
Anhand der Untersuchung der Staubproben konnte in fünf von 42 untersuchten Beständen
MRSA nachgewiesen werden. Dies entspricht einer Bestandsprävalenz von 12%. Drei der
MRSA-positiven Bestände waren Mastbestände, zwei waren Ferkelerzeugerbetriebe. In den 12
untersuchten Beständen, die im geschlossenen System wirtschafteten, konnten keine MRSA in
der Staubprobe nachgewiesen werden.
4.1.2 Untersuchung von zehn Nasentupfern
Zur Untersuchung der zehn Nasenabstriche wurden pro Bestand je zwei Pools zu fünf Tupfern
gebildet. Ein Bestand wurde als MRSA-positiv eingestuft, wenn in mindestens einer der beiden
Poolproben MRSA nachgewiesen werden konnten. Die Nachweisgrenze für die
Intraherdenprävalenz bei der Entnahme von zehn Nasentupfern liegt bei 20%. Anhand dieses
Untersuchungsschrittes konnten sechs von 42 untersuchten Beständen als MRSA-positiv
identifiziert werden: Zwei Mastbestände, drei Ferkelerzeugerbetriebe und ein geschlossenes
System. Die anhand der Entnahme von zehn Nasenabstrichen ermittelte MRSA-Prävalenz in
den untersuchten Beständen betrug 14%.
4.1.3 Untersuchung von 50 bis 60 Nasentupfern
Zur Senkung der nachweisbaren Prävalenzgrenze von 20% auf 5% wurde die Stichprobenzahl,
je nach Größe der untersuchten Bestände, auf 50- 60 Nasentupfer erhöht. Dazu wurde die
erforderliche Stichprobengröße für jeden der bis dahin MRSA-negativ definierten Bestände
anhand der Formel von CANON u. ROE (1982) neu berechnet. Mittels der erhöhten
Stichprobenzahl wurden nun 31 der 33 MRSA-negativ definierten Bestände erneut beprobt. In
zwei der 33 MRSA-negativen Bestände erübrigte sich aufgrund der geringen Tierzahl eine
erneute Beprobung. Bei der Beprobung der 31 Bestände konnte in zwei Mastbeständen MRSA
nachgewiesen werden. Damit stieg die Zahl der mittels Entnahme von Nasentupfern als
60

Ergebnisse
MRSA-positiv identifizierten Bestände auf acht von 42. Daraus ergibt sich eine, allein anhand
von Nasenabstrichen ermittelte Bestandsprävalenz von 19%.
4.1.4 Bestandsprävalenz nach der Entnahme von Staubprobe und Nasentupfern
Anhand der Untersuchung von einer Staubprobe und zehn Nasenabstrichen konnte im Rahmen
des ersten Bestandsbesuchs in neun von 42 Untersuchungsbeständen MRSA nachgewiesen
werden. Dies entspricht einer Bestandsprävalenz von 21% bei einer nachweisbaren
Prävalenzgrenze von 20%. Dabei ergab in zwei der neun Bestände sowohl die Untersuchung
der Staubprobe als auch die der zehn Nasentupfer einen positiven MRSA-Nachweis. In drei von
fünf Untersuchungsbeständen war nur die Staubprobe MRSA-positiv. In vier von sechs
Untersuchungsbeständen gelang der MRSA-Nachweis bei negativem Untersuchungsbefund der
Staubprobe nur durch die Untersuchung von zehn Nasentupfern. Bei der erneuten Beprobung
von 31 der verbliebenen 33 MRSA-negativ definierten Bestände mittels 50 bis 60
Nasenabstrichen im Rahmen des zweiten Bestandsbesuchs wurden bei zwei von 31 Beständen
MRSA nachgewiesen.
Insgesamt wurde in 11 von 42 ökologisch wirtschaftenden Schweinebeständen MRSA
nachgewiesen. Dies entspricht einer Bestandsprävalenz von 26%.
Alle MRSA-Isolate aus der Querschnittsstudie wurden asserviert und zur Bestimmung des spaund
des SCCmec-Typs an das Bundesinstitut für Risikobewertung (BfR) in Berlin übersandt.
Eine Übersicht über den Nachweis von MRSA im Rahmen der Querschnittsstudie sowie über
die spa- und SCCmec-Typen der Isolate gibt Tabelle 16.
61

Ergebnisse
Tabelle 16: MRSA-positive Bestände
Bestandstyp
Name
MRSA-Befund
(spa, SCCmec)
Staubprobe
MRSA-Befund
(spa, SCCmec)
10 Nasentupfer
MRSA-Befund
(spa, SCCmec)
50-60 Nasentupfer
Mastbestand M 2 MRSA (t011, mecV) MRSA (t034, mecV) Nicht untersucht*
Mastbestand M 16 MRSA (t011, mecV) MRSA (t011, mecV) Nicht untersucht*
Mastbestand M 18 MRSA (t011, mecV) negativ Nicht untersucht*
Ferkelerzeugerbetrieb Z 4 MRSA (t034, mecV) negativ Nicht untersucht*
Ferkelerzeugerbetrieb Z 7 MRSA (t011, mecV) negativ Nicht untersucht*
Ferkelerzeugerbetrieb Z 9 negativ MRSA (t011, mecV) Nicht untersucht*
Ferkelerzeugerbetrieb Z 11 negativ MRSA (t011, mecV) Nicht untersucht*
Ferkelerzeugerbetrieb Z 12 negativ MRSA (t011, mecV) Nicht untersucht*
geschl. System GS 6 negativ MRSA (t011, mecV) Nicht untersucht*
Mastbestand M 3 negativ negativ MRSA (t011, mecV)
Mastbestand M 8 negativ negativ MRSA (t011, mecV)
*Bereits durch die Untersuchung der Staubprobe und / oder der 10 Nasenabstriche als MRSA-positiv
identifizierte Bestände wurden nicht erneut beprobt.
4.2 Auswertung der Betriebsfragebögen
Zur Ermittlung bestandsspezifischer Charakteristika wurden die Betriebsleiter mit Hilfe des in
Anlage 1 aufgeführten Fragebogens befragt. Die Ausprägungen ausgewählter
Bestandsmerkmale und deren möglicher Zusammenhang mit dem MRSA-Status der Bestände,
werden im Folgenden näher erläutert.
4.2.1 Einfluss des Bestandstyps auf das Vorkommen von MRSA
Im Rahmen der Querschnittsstudie wurden Bestände unterschiedlicher Produktionsstufen
untersucht. Dabei wurden fünf von 18 Mastbeständen, entsprechend 27,8% sowie fünf von 12
Ferkelerzeugerbetrieben (41,7%) als MRSA-positiv identifiziert. Unter den 12 untersuchten
Beständen, die im geschlossenen System wirtschafteten, konnte ein Bestand als MRSA-positiv
identifiziert werden, was einer MRSA-Prävalenz in dieser Gruppe von 8,3% entspricht. Damit
wurde in den Ferkelerzeuger-Beständen die höchste, in den im geschlossenen System
wirtschaftenden Beständen die niedrigste MRSA-Prävalenz ermittelt. Die Berechnung des p-
Wertes mittels Fisher´s Exact Test ergab einen signifikanten Zusammenhang zwischen dem
Bestandstyp und dem Vorkommen von MRSA (p = 0,019).
62

Ergebnisse
Abbildung 6: Anteil MRSA-positiver Bestände unterteilt nach Bestandstyp
4.2.2 Einfluss der Bestandsgröße auf das Vorkommen von MRSA
In kleinen und mittleren Schweinebeständen konnten deutlich weniger MRSA-Nachweise
erbracht werden als in Beständen, die mindestens 1000 Tiere hielten. So war von zehn
Beständen mit maximal 200 Tieren nur ein Bestand MRSA-positiv. Dies entspricht einer
MRSA-Prävalenz in dieser Gruppe von 9%. Der größten Gruppe der mittelgroßen Bestände, die
mehr als 200 jedoch weniger als 1000 Tiere hielten, gehörten 26 der untersuchten Bestände an.
Davon wurden sieben als MRSA-positiv identifiziert. Entsprechend beträgt die MRSA-
Prävalenz hier 27%. Ein deutlich höherer Wert der MRSA-Prävalenz konnte in der Gruppe der
Bestände ermittelt werden, die mehr als 1000 Tiere hielten. Hier waren drei von fünf
untersuchten Beständen, entsprechend 60%, MRSA-positiv.
Die Berechnung des p-Wertes mittels Fisher´s Exact Test ergab einen p-Wert von 0,0169.
Damit besteht ein signifikanter Zusammenhang zwischen der Bestandsgröße und dem
Vorkommen von MRSA.
63

Ergebnisse
Tabelle 17: MRSA-Status der untersuchten Bestände, eingeteilt nach Bestandsgröße
Bestandsgröße
Anteil MRSApositiver
Bestände negativer Bestände
Anteil MRSA-
Gesamtzahl der
Bestände
(n/N)
(n/N)
1 bis 200 Tiere 9% (1/11) 91% (10/11) 11
201 bis 1000 Tiere 27% (7/26) 73% (19/26) 26
> 1000 Tiere 60% (3/5) 40% (2/5) 5
Gesamt 11 31 42
Abbildung 7: MRSA-Status in Abhängigkeit von der Bestandsgröße
4.2.3 4.2.3 Einfluss der Belegdichte auf das Vorkommen von MRSA
Mit Hilfe des Fragebogens erfolgte die Einteilung der Bestände bezüglich der Belegdichte in
drei Gruppen. In 17 der untersuchten Bestände lag eine geringe Belegdichte, in 23 Beständen
eine mittlere und in zwei Beständen eine hohe Belegdichte vor. Vier der Bestände mit geringer
Belegdichte waren MRSA-positiv. In der größten Gruppe, den Beständen mit mittlerer
Belegdichte, waren sechs MRSA-positive Bestände vertreten. Von zwei
Untersuchungsbeständen mit hoher Belegdichte erwies sich einer als MRSA-positiv. Der
mittels Fisher´s Exact Test errechnete p-Wert beträgt 0,11. Somit konnte kein statistischer
Zusammenhang zwischen dem MRSA-Status und der Belegdichte ermittelt werden.
64

Ergebnisse
Tabelle 18: MRSA-Status der untersuchten Bestände, eingeteilt nach Belegdichte
Belegdichte
Anteil MRSApositiver
Bestände negativer Bestände
Anteil MRSA-
Gesamtzahl der
Bestände
(n/N)
(n/N)
gering 24% (4/17) 76% (13/17) 17
mittel 26% (6/23) 74% (17/23) 23
hoch 50% (1/2) 50% (1/2) 2
Gesamt 11 31 42
Abbildung 8: MRSA-Status in Abhängigkeit von der Belegdichte
4.2.4 Einfluss des Vorhandenseins eines Auslaufs auf den MRSA-Status
In 38 von 42 untersuchten Beständen war ein Auslauf vorhanden. In zehn dieser Bestände
konnte MRSA nachgewiesen werden, 28 waren MRSA-negativ. In den verbleibenden vier
Beständen stand den Tieren kein Auslauf zur Verfügung: Davon war ein Bestand MRSApositiv.
Es konnte kein signifikanter Unterschied bezüglich des MRSA-Status von
Schweinehaltungen mit und Schweinehaltungen ohne Auslauf ermittelt werden. Der mittels
Fisher´s Exact Test ermittelte p-Wert beträgt 0,44.
65

Ergebnisse
Tabelle 19: Vorhandensein eines Auslaufs in den untersuchten Beständen
Auslauf
Anteil MRSApositiver
Bestände negativer Bestände
Anteil MRSA-
Gesamtzahl der
Bestände
(n/N)
(n/N)
Vorhanden 26% (10/38) 74% (28/38) 38
Nicht vorhanden 25% (1/4) 75% (3/4) 4
Gesamt 11 31 42
Abbildung 9: MRSA-Status in Abhängigkeit vom Vorhandensein eines Auslaufs
4.2.5 Einfluss der Herkunft des Futters auf den MRSA-Status
Die Mehrzahl der befragten Landwirte gab an, dem Futter richtlinienkonform bis zu 5%
konventionell hergestellte Futterbestandteile zuzusetzen, um den Proteinbedarf der Tiere in
ausreichendem Maße zu decken. In zehn von 42 untersuchten Beständen wurde ausschließlich
Futter aus ökologischem Anbau ohne konventionelle Bestandteile verwendet. Ein statistisch
signifikanter Zusammenhang zwischen dem MRSA-Status und einer Fütterung mit rein
ökologischen Futtermitteln, bzw. der Fütterung von Futtermitteln mit konventionell
hergestellten Bestandteilen konnte nicht festgestellt werden (p = 0,30).
66

Ergebnisse
Tabelle 20: MRSA-Status der untersuchten Bestände, eingeteilt nach der Herkunft des
Futters
Herkunft des Futters
100% ökologische
Fütterung
Konventionelle
Futterbestandteile
Anteil MRSApositiver
Bestände
(n/N)
Anteil MRSAnegativer
Bestände
(n/N)
Gesamtzahl der
Bestände
20% (2/10) 80% (8/10) 10
28% (9/32) 72% (23/32) 32
Gesamt 11 31 42
Abbildung 10: MRSA-Status in Abhängigkeit von der Herkunft des Futters
67

Ergebnisse
4.2.6 Einfluss der durchgeführten Hygienemaßnahmen auf den MRSA-Status
• Reinigung der Buchten, Rampen und Treibwege
Bei der Befragung der Betriebsleiter nach Durchführung und Häufigkeit der Reinigung der
Buchten, Rampen und Treibwege, gaben 30 der befragten Landwirte an, die Buchten, Rampen
und Treibwege regelmäßig zu reinigen. In zwölf Beständen geschah dies nur gelegentlich. In
keinem der untersuchten Bestände wurde bei der Frage nach der Reinigung des Stalls „nie“
angegeben. In der Mehrzahl der MRSA-positiven Bestände wird eine regelmäßige Reinigung
durchgeführt. Es konnte jedoch kein statistisch signifikanter Zusammenhang zwischen einer
regelmäßigen oder nur gelegentlichen Reinigung und dem MRSA-Status ermittelt werden (p =
0,22).
Tabelle 21: MRSA-Status der untersuchten Bestände in Abhängigkeit von der Häufigkeit
der Reinigung
Häufigkeit der
Reinigung von
Buchten, Rampen
und Treibwegen
Anteil MRSApositiver
Bestände
(n/N)
Anteil MRSAnegativer
Bestände
(n/N)
Gesamtzahl der
Bestände
Regelmäßig 30% (9/30) 70% (21/30) 30
Gelegentlich 17% (2/12) 83% (10/12) 12
Gesamt 11 31 42
68

Ergebnisse
Abbildung 11: MRSA-Status in Abhängigkeit von der Häufigkeit der Reinigung der Buchten,
Rampen und Treibwege
• Art der Reinigung
Bei der Frage nach der Art der durchgeführten Reinigung wurden sehr unterschiedliche
Angaben gemacht. So wurde die Reinigung der Buchten, Rampen und Treibwege nach der
Entfernung der vielfach vorhandenen Stroheinstreu bei der Mehrzahl der Betriebe mit einem
Hochdruckreiniger durchgeführt: In 24 Beständen wurde dabei kaltes Wasser, in sieben
Beständen heißes Wasser verwendet. In 11 von 42 untersuchten Beständen wurden die Buchten
lediglich ausgemistet und ausgefegt. Ein signifikanter Zusammenhang zwischen dem MRSA-
Status und der Art der durchgeführten Reinigung konnte nicht ermittelt werden. Der mittels
Fisher´s Exact Test errechnete p-Wert beträgt 0,11. Die Reinigungsart mit dem höchsten Anteil
MRSA-negativer Bestände ist die Reinigung durch Hochdruckreiniger mit heißem Wasser.
Unter diesen Beständen sind deutlich weniger MRSA-positive Bestände vertreten, als bei denen
die nur mit kaltem Wasser oder ganz ohne Wasser reinigten.
69

Ergebnisse
Tabelle 22: Unterschiedliche Reinigungsarten in den untersuchten Beständen
Art der Reinigung
Hochdruckreiniger
(heiß)
Hochdruckreiniger
(kalt)
Anteil MRSA-positiver
Bestände (n/N)
Anteil MRSA-negativer
Bestände (n/N)
Gesamtzahl der
Bestände
17% (1/6) 83% (5/6) 6
31% (8/26) 69% (18/26) 26
Besenrein 20% (2/10) 80% (8/10) 10
Gesamt 11 31 42
Abbildung 12: MRSA-Status in Abhängigkeit von der Reinigungsart
• Durchführung von Desinfektionsmaßnahmen
Wie schon bei Häufigkeit und Art der Reinigung, wurden auch in Bezug auf die Durchführung
von Desinfektionsmaßnahmen sehr unterschiedliche Angaben gemacht. Unter den 15
Beständen, in denen regelmäßig Desinfektionsmaßnahmen durchgeführt wurden, waren drei
MRSA-positive Bestände. Hierbei handelt es sich um einen Ferkelerzeuger- und zwei
Mastbestände mit jeweils über 1000 Tieren. Von 13 Beständen, die nur gelegentlich
Desinfektionsmaßnahmen durchführten, waren vier MRSA-positiv: darunter zwei
Ferkelerzeugerbetriebe, ein Mastbestand sowie ein geschlossenes System. In 14
Untersuchungsbeständen wurden keine Desinfektionsmaßnahmen durchgeführt: In vier dieser
70

Ergebnisse
Bestände (zwei Ferkelerzeuger- und zwei Mastbestände) wurden MRSA nachgewiesen. Es
konnte kein statistisch signifikanter Zusammenhang zwischen der Durchführung von
Desinfektionsmaßnahmen und dem Vorkommen von MRSA ermittelt werden (p = 0,08).
Tabelle 23: Durchführung von Desinfektionsmaßnahmen in den untersuchten Beständen
Desinfektion
Anteil MRSApositiver
Bestände
(n/N)
Anteil MRSAnegativer
Bestände
(n/N)
Gesamtzahl der
Bestände
regelmäßig 20% (3/15) 80% (12/15) 15
gelegentlich 31% (4/13) 69% (9/13) 13
nie 29% (4/14) 71% (10/14) 14
Gesamt 11 31 42
Abbildung 13: MRSA-Status in Abhängigkeit von der Häufigkeit der Desinfektionsmaßnahmen
71

Ergebnisse
• Nutzung von Schutzkleidung
Die Mehrheit der befragten Betriebsleiter gab an, beim Betreten des Bestandes regelmäßig
Schutzkleidung in Form von Overall und separatem Schuhwerk zu tragen. Die Nutzung von
Schutzkleidung scheint nicht im Zusammenhang mit dem MRSA-Status der
Untersuchungsbestände zu stehen: So konnten von 32 Beständen, die nur mit Schutzkleidung
betreten wurden, zehn als MRSA-positiv identifiziert werden. Unter den zehn Beständen, die
ohne stallspezifische Kleidung betreten werden, war ein Bestand MRSA-positiv. Der ermittelte
p-Wert beträgt 0,15.
Tabelle 24: Nutzung von Schutzkleidung in den untersuchten Beständen
Regelmäßiges
Tragen von
Schutzkleidung im
Bestand
Anteil MRSApositiver
Bestände
(n/N)
Anteil MRSAnegativer
Bestände
(n/N)
Gesamtzahl der
Bestände
Ja 31% (10/32) 69% (22/33) 32
Nein 10% (1/10) 90% (9/10) 10
Gesamt 11 31 42
Abbildung 14: MRSA-Status in Abhängigkeit von der Verwendung von Schutzkleidung
72

Ergebnisse
4.2.7 Kontakt zwischen Schweinen und Haustieren (Hunde / Katzen)
Die Frage, ob Hunde und / oder Katzen Zugang zum Schweinestall hätten, bejahte die Mehrheit
der befragten Landwirte: In 36 von 42 untersuchten Beständen hatten Hunde und Katzen
Zugang zu den Gebäuden, in denen die Schweine gehalten wurden. Eine zusätzliche
Möglichkeit des Kontakts zwischen Hund oder Katze boten die vielfach vorhandenen Ausläufe.
Auf den MRSA-Status scheint der Kontakt der Schweine zu Hunden und / oder Katzen keinen
Einfluss zu haben: Der mittels Fisher´s Exact Test errechnete p-Wert beträgt 0,50.
Tabelle 25: Kontakt der Schweine in den MRSA-positiven und MRSA-negativen
Beständen zu Hunden und Katzen
Anteil MRSApositiver
Bestände negativer Bestände
Anteil MRSA-
Haustier haben
Gesamtzahl der
Zugang zum Stall
Bestände
(n/N)
(n/N)
Ja 25% (9/36) 75% (27/36) 36
Nein 33% (2/6) 67% (4/6) 6
Gesamt 11 31 42
Abbildung 15: MRSA-Status in Abhängigkeit vom Kontakt der Schweine zu Haustieren
73

Ergebnisse
4.2.8 Haltung anderer Tierarten
Bei 26 der 42 untersuchten Bestände handelte es sich um Betriebe mit reiner Schweinehaltung.
Die übrigen 16 waren Mischbetriebe, in denen neben Schweinen mindestens eine weitere
Nutztierart gehalten wurde. Auf den MRSA-Status der Bestände scheint die Haltung anderer
Nutztierarten, zusätzlich zur Schweinehaltung, keinen Einfluss zu nehmen. So waren acht von
26 Beständen aus reiner Schweinehaltung MRSA-positiv. In drei von 16 Beständen aus
Mischbetrieben wurde ebenfalls MRSA nachgewiesen. Die Berechnung mittels Fisher´s Exact
Test ergab einen p-Wert von 0,20.
Tabelle 26: Haltung anderer Tierarten
Haltung anderer Anteil MRSApositiver
Bestände
Anteil MRSA-negativer Gesamtzahl der
Tierarten auf dem
Bestände (n/N) Bestände
Betrieb
(n/N)
reine Schweinehaltung 31% (8/26) 69% (18/26) 26
Mischbetrieb 19% (3/16) 81% (13/16) 16
Gesamt 11 31 42
Abbildung 16: MRSA-Status in Abhängigkeit von der Haltung anderer Tierarten auf dem Betrieb
74

Ergebnisse
4.2.9 Einsatz von Antibiotika
In 18 von 42 untersuchten Beständen wurden zur Behandlung von Einzeltieren im laufenden
Durchgang Antibiotika eingesetzt. Davon wurden sechs als MRSA-positiv und 12 als MRSAnegativ
identifiziert. Die übrigen 24 befragten Landwirte gaben an, im laufenden Durchgang bis
zum Zeitpunkt der Probennahme keine Antibiotika eingesetzt zu haben. In fünf dieser Bestände
wurde MRSA nachgewiesen, 19 waren MRSA-negativ. Der anhand Fisher´s Exact Tests
berechnete p-Wert beträgt 0,18. Somit kann kein statistischer Zusammenhang zwischen dem
Einsatz von Antibiotika und dem MRSA-Status der Bestände abgeleitet werden.
Tabelle 27: MRSA-Status und Einsatz von Antibiotika
Einsatz von Antibiotika Anteil MRSApositiver
Bestände
Anteil MRSA-negativer Gesamtzahl
bis zum Zeitpunkt der
Bestände (n/N) der Bestände
Probennahme
(n/N)
Ja 33% (6/18) 67% (12/18) 18
Nein 21% (5/24) 79% (19/24) 24
Gesamt 11 31 42
Abbildung 17: MRSA-Status der Bestände und Einsatz von Antibiotika
75

Ergebnisse
4.3 Ergebnisse der Longitudinalstudie
Die Ergebnisse der Probennahmen im Rahmen der Longitudinalstudie werden im Folgenden
tabellarisch dargestellt. Der Befund „MRSA-negativ“ ist dabei durch ein „-“ gekennzeichnet.
Die in den Mastbeständen (Bestand 5 und 6) mittels Nasenabstrichen untersuchten Einzeltiere,
sowie die Ferkel in den Zuchtbeständen (Bestand 1, 2, 3) und dem geschlossenen System
(Bestand 4) wurden als „MRSA-positiv“ eingestuft, sobald bei der Untersuchung des
Nasenabstriches MRSA nachgewiesen und mittels PCR bestätigt worden war. Die in den
Beständen 1, 2, 3 und 4 untersuchten Sauen galten als „MRSA-positiv“, sobald aus dem Nasenoder
Vaginaltupfer MRSA isoliert und mittels PCR bestätigt worden waren. Konnten weder im
Nasenabstrich (Mastschweine, Sauen und Ferkel), noch im Vaginalabstrich (Sauen) MRSA
nachgewiesen werden, wurde das Einzeltier als „MRSA-negativ“ angesehen.
Die Ergebnisse der spa- und SCCmec-Typisierung durch das BfR in Berlin sind ebenfalls in
den Tabellen aufgeführt. Aus Kostengründen wurden nur die epidemiologisch wichtigsten
MRSA-Isolate wurden zur spa- und SCCmec-Typisierung ausgewählt.
76

Ergebnisse
Tabelle 22: MRSA-Befunde innerhalb der Longitudinalstudie für den Bestand 1
Beprobungstermin
Direkt nach
Einstallung
Verlassen des
der Geburt Beim Absetzen
Abferkelstall
Deckzentrums
(max. 24 h)
Staubprobe - - - -
Sockentupfer - - - MRSA (t011, mecV)
Nase - - - -
Vaginal - - - -
Sau 1
Ferkel 1 - -
Ferkel 2 - -
Ferkel 3 - -
Ferkel 4 - -
Nasse - - - -
Vaginal - - - -
Sau 2
Ferkel 1 - -
Ferkel 2 - -
Ferkel 3 - MRSA (t034, mecV)
Ferkel 4 - -
Nase - - - -
Vaginal - - - -
Sau 3
Ferkel 1 - -
Ferkel 2 - -
Ferkel 3 - -
Ferkel 4 - -
Nase - - - -
Vaginal - - - -
Sau 4
Ferkel 1 - -
Ferkel 2 - -
Ferkel 3 - -
Ferkel 4 - -
Eber Nase -
77

Ergebnisse
Im Bestand 1, einem Ferkelerzeugerbetrieb mit 750 Sauen in Outdoor-Haltung, konnten weder
bei der Einstallung der Sauen in die Sauenhütten, noch bei der Probenentnahme unmittelbar
nach der Geburt bei Sauen oder Ferkeln MRSA nachgewiesen werden.
Aus dem Nasenabstrich eines Ferkels aus dem Wurf der Sau Nummer 2 wurden bei der
Probenentnahme zum Absetztermin einmalig MRSA des spa-Typs t034, mecV isoliert. Auch
der Sockentupfer, der zum letzten Beprobungstermin vom unbefestigten Untergrund des
Deckzentrums entnommen wurde, war MRSA-positiv. Die Typisierung dieses Isolats ergab
MRSA vom spa-Typ t011, mecV.
78

Ergebnisse
Tabelle 23: MRSA-Befunde innerhalb der Longitudinalstudie für den Bestand 2
Beprobungstermin
Direkt nach
Einstallung
Verlassen des
der Geburt Beim Absetzen
Abferkelstall
Deckzentrums
(max. 24 h)
Staubprobe - - - -
Sockentupfer - - - -
Nase - - - -
Vaginal - - - -
Sau 1
Ferkel 1 - -
Ferkel 2 - -
Ferkel 3 - -
Ferkel 4 - -
Nasse - - - -
Vaginal - - - -
Sau 2
Ferkel 1 - -
Ferkel 2 - -
Ferkel 3 - -
Ferkel 4 - -
Nase - - - -
Vaginal - - - -
Sau 3
Ferkel 1 - -
Ferkel 2 - -
Ferkel 3 - -
Ferkel 4 - -
Nase - - - -
Vaginal - - - -
Sau 4
Ferkel 1 - -
Ferkel 2 - -
Ferkel 3 - -
Ferkel 4 - -
Eber Nase -
Bei der Untersuchung der Sauen und deren Ferkeln sowie einem Sucheber konnten keine
MRSA nachgewiesen werden. Auch die Untersuchung der Tierumgebung auf das Vorkommen
von MRSA mittels Umgebungsstaub- und Sockentupferproben lieferte ein negatives Ergebnis.
79

Ergebnisse
Tabelle 24: MRSA-Befunde innerhalb der Longitudinalstudie für den Bestand 3
Beprobungstermin
Direkt nach
Einstallung
Verlassen des
der Geburt Beim Absetzen
Abferkelstall
Deckzentrums
(max. 24 h)
Staubprobe MRSA (t011, mecV) MRSA MRSA MRSA
Sockentupfer MRSA (t011, mecV) MRSA - MRSA
Nase MRSA (t011, mecV) MRSA MRSA (t011, mecV) -
Vaginal MRSA MRSA - MRSA
Sau 1
Ferkel 1 MRSA MRSA (t011, mecV)
Ferkel 2 MRSA -
Ferkel 3 MRSA -
Ferkel 4 MRSA -
Nase MRSA MRSA - MRSA
Vaginal MRSA - MRSA MRSA
Sau 2
Ferkel 1 MRSA MRSA
Ferkel 2 MRSA -
Ferkel 3 MRSA MRSA
Ferkel 4 MRSA MRSA
Nase MRSA MRSA - MRSA
Vaginal MRSA MRSA MRSA MRSA
Sau 3
Ferkel 1 MRSA -
Ferkel 2 MRSA -
Ferkel 3 MRSA -
Ferkel 4 MRSA -
Nase - MRSA MRSA (t011, mecV) -
Vaginal - MRSA MRSA MRSA
Sau 4
Ferkel 1 MRSA -
Ferkel 2
MRSA (t011, mecV)
Ferkel 3 MRSA MRSA (t011, mecV)
Ferkel 4 MRSA -
Eber Nase -
80

Ergebnisse
Im Bestand 3 konnten bereits bei der Einstallung der Sauen in den Abferkelstall in den Nasenund
Vaginalabstrichen von drei Sauen MRSA nachgewiesen werden.
Am folgenden Beprobungstermin, unmittelbar nach der Geburt, wurden auch aus dem Nasenund
Vaginalabstrich der vierten, bei Einstallung negativen Sau MRSA isoliert.
Beim Absetzen konnten bei den Ferkeln des Wurfs von Sau Nr.3 im Gegensatz zur
vorangegangenen Probennahme, keine MRSA nachgewiesen werden. Bei der Sau selbst war
der Nasenabstrich MRSA-negativ, der Vaginalabstrich jedoch MRSA-positiv. Beim Wurf von
Sau Nr.1 war lediglich ein Ferkel MRSA-positiv. Bei den Würfen von Sau Nr. 2 und 4 konnten
jeweils bei mehreren Ferkeln MRSA aus den Nasenabstrichen isoliert werden.
Bei der Probenentnahme zum Verlassen des Deckzentrums wurde wiederum ein wechselnder
MRSA-Status der Sauen festgestellt: Bei Sau Nr. 2 und 3 wurden aus Nasen- und
Vaginalabstrich MRSA isoliert, bei Sau Nr. 1 wechselte der MRSA-Nachweis vom
Nasenabstrich (beim Absetzen MRSA-positiv) auf den Vaginalabstrich. Bei Sau Nr. 4 war der
Nasenabstrich MRSA-negativ, der Vaginalabstrich jedoch MRSA-positiv.
Die Untersuchung von Umgebungsstaubprobe und Sockentupfer lieferte, mit Ausnahme des
Sockentupfers beim Absetzen, ein positives Ergebnis.
Bei der Subtypisierung ausgewählter MRSA-Isolate wurde ausschließlich der spa-Typ t011,
mecV nachgewiesen.
81

Ergebnisse
Tabelle 25: MRSA-Befunde innerhalb der Longitudinalstudie für den Bestand 4, Teil 1
Beprobungstermin
Direkt nach
Einstallung
Beim Verlassen des
der Geburt
Abferkelstall
Absetzen Deckzentrums
(max. 24 h)
Staubprobe - - - -
Sockentupfer MRSA (t011, mecIVa) - - MRSA (t034, mecV)
Nase - - - -
Vaginal - - - -
Sau 1
Ferkel 1 - -
Ferkel 2 - -
Ferkel 3 - -
Ferkel 4 - -
Nasse - - - -
Vaginal - - - -
Sau 2
Ferkel 1 - -
Ferkel 2 - -
Ferkel 3 - -
Ferkel 4 - -
Nase - - - -
Vaginal - - - -
Sau 3
Ferkel 1 - -
Ferkel 2 - -
Ferkel 3 - -
Ferkel 4 - -
Nase - - - -
Vaginal - - - -
Sau 4
Ferkel 1 - -
Ferkel 2 - -
Ferkel 3 - -
Ferkel 4 - -
Eber Nase -
82

Ergebnisse
Tabelle 26: MRSA-Befunde innerhalb der Longitudinalstudie für den Bestand 4, Teil 2
Beprobungstermin
2 Wochen nach
Umstallung
6 Wochen nach
Umstallung
Am Ende der Mast
Staubprobe - - -
Sockentupfer - - -
Schwein 1 - - -
Schwein 2 - - -
Schwein 3 - - -
Schwein 4 - - -
Schwein 5 - - -
Schwein 6 - - -
Schwein 7 - - -
Schwein 8 - - -
Schwein 9 - - -
Schwein 10 - - -
Im Bestand 4 war der bei Einstallung der Sauen in den Abferkelstall entnommene Sockentupfer
MRSA-positiv. Auch bei der Untersuchung des Sockentupfers, der beim Verlassen des
Deckzentrums gezogen wurde, konnten MRSA in der Tierumgebung nachgewiesen werden.
Die Typisierung der Isolate ergab jeweils den spa-Typ t011, mecV.
Bei der Untersuchung der Sauen und Ferkel sowie eines Suchebers wurden keine MRSA
nachgewiesen (siehe Tabelle 25). Gleiches gilt für die fortlaufende Untersuchung von zehn
beprobten Absatzferkel im Maststall sowie für die dort entnommenen Umgebungsproben (siehe
Tabelle 26).
83

Ergebnisse
Tabelle 27: MRSA-Befunde innerhalb der Longitudinalstudie für den Bestand 5:
Beprobungstermin Beim Einstallen Nach 2 Wochen Nach 6 Wochen
Am Ende
der Mast
Staubprobe - - - -
Sockentupfer MRSA (t011, mecV) - - -
Schwein 1 - - - -
Schwein 2 - - - -
Schwein 3 MRSA (t011, mecV) - - -
Schwein 4 - - MRSA (t1430, n.t.*) -
Schwein 5 - - verendet
Schwein 6 - - - -
Schwein 7 - - - -
Schwein 8 - - - -
Schwein 9 - - - -
Schwein 10 - - - -
Schwein 11 - - - -
Schwein 12 - - - -
*n.t.= nicht typisierbar
Beim ersten Beprobungstermin zur Einstallung der ökologisch erzeugten Absatzferkel konnten
aus dem Sockentupfer sowie dem Nasenabstrich eines Tieres MRSA vom spa-Typ t011, mecV
isoliert werden. Bei der anschließenden Probenentnahme zwei Wochen nach Einstallung waren
alle Nasenabstriche sowie die Umgebungsproben MRSA-negativ. Vier Wochen später war der
Nasenabstrich eines weiteren Mastschweins MRSA-positiv. Hier wurde der spa-Typ t1430
ermittelt, das SCCmec-Element war nicht typisierbar. Im Nasenabstrich des zur Einstallung
MRSA-positiven Tieres konnten dagegen keine MRSA mehr nachgewiesen werden.
84

Ergebnisse
Tabelle 28: Ergebnisse der Longitudinalstudie für den Bestand 6
Beprobungstermin Beim Einstallen Nach 2 Wochen Nach 6 Wochen Am Ende der Mast
Staubprobe - - - -
Sockentupfer - - - -
Schwein 1 - - - -
Schwein 2 - - - -
Schwein 3 - - - -
Schwein 4 - - - -
Schwein 5 - - - -
Schwein 6 - - - -
Schwein 7 - - - -
Schwein 8 - - - -
Schwein 9 - - - -
Schwein 10 - - - -
Schwein 11 - - - -
Schwein 12 - - - -
An allen vier Beprobungsterminen waren sowohl die Nasenabstriche der zwölf untersuchten
Mastschweine, als auch die Umgebungsproben MRSA-negativ.
85

Ergebnisse
4.3.1 Ergebnisse der Probennahme bei Haustieren
Die Ergebnisse der Untersuchung der Nasenabstriche, die im Bestand 3 und 5 jeweils vom
Haus- und Hofhund und im Bestand 1 von 2 Wachhunden entnommen wurden, sind in der
folgenden Tabelle aufgelistet. Dabei sind negative Befunde durch ein „-“ gekennzeichnet. Der
einzige der untersuchten Hunde, bei dem MRSA nachgewiesen werden konnten, ist der Hausund
Hofhund im Bestand 3.
Tabelle 29: Ergebnisse der Probennahmen bei Haustieren im Vergleich zum MRSA-
Befund des Schweinebestandes
Bestand Nr. Beprobte Haustiere MRSA-Befund Haustier MRSA-Befund Bestand
1
Hund 1 - MRSA
Hund 2 - MRSA
3 Hund MRSA (t011, mecV) MRSA (t011, mecV)
5 Hund - MRSA
86

Ergebnisse
4.3.2 Ergebnisse der Probennahme bei beruflich exponierten Personen und deren
Angehörigen
Die Ergebnisse der Probennahmen bei Betriebsleitern und deren Angehörigen sowie bei den
Mitarbeitern sind in der nachfolgenden Tabelle zusammengefasst, dabei sind negative Befunde
durch ein „-“ gekennzeichnet.
Tabelle 30: Ergebnisse der Probennahme bei beruflich exponierten Personen und deren
Angehörigen
Bestand Nr. Beprobte Personen
MRSA-Befund der MRSA-Befund
Personen
Bestand
Mitarbeiter 1 -
1
Mitarbeiter 2 -
MRSA
Mitarbeiter 3 -
(t011, mecV; t034, mecV)
Mitarbeiter 4 -
Mitarbeiter 5 MRSA (t034, mecV)
2
Betriebsleiter -
Auszubildender -
MRSA (t011, mecV)
3
Betriebsleiter MRSA (t011, mecV)
Angehöriger MRSA (t011, mecV)
MRSA (t011, mecV)
4
Betriebsleiter -
MRSA
Mitarbeiter 1 -
(t011, mecIVa; t034, mecV)
Mitarbeiter 2 -
5
Betriebsleiter -
MRSA
Mitarbeiter -
(t011, mecV; t1430, n.t.)
Betriebsleiter -
6
Angehörige -
Mitarbeiter MRSA (t034, mecV)
MRSA (t011, mecV)
Auszubildender -
Insgesamt konnten bei vier von 18 untersuchten Personen, entsprechend 22%, MRSA
nachgewiesen werden. Klinische Erscheinungen, die mit einer Staphylococcus aureus-
Infektion in Verbindung gebracht werden könnten, wurden in keinem der Fälle beobachtet.
87

Ergebnisse
Zwei Isolate gehörten zum spa-Typ t011, mecV und zwei zum spa-Typ t034, mecV.
Nachfolgend werden die Ergebnisse und, soweit bekannt, das Umfeld der MRSA-positiven
Personen bestandsweise dargestellt und erläutert.
• Bestand 1
Fünf der Mitarbeiter des Betriebes wurden mittels Nasenabstrichen untersucht. Davon waren
vier Personen MRSA-negativ. Im Nasenabstrich eines Mitarbeiters konnten MRSA vom
spaTyp t034 mit dem SCCmec-Element vom Typ V nachgewiesen werden. Bei der
anschließenden telefonischen Befragung des Mannes wurden folgende Informationen
gewonnen: Es handelt sich um einen 25 Jahre alten Mann, der seit mehreren Jahren in dem
Betreib tätig und mit der Versorgung der Absatzferkel sowie der Mastschweine betraut ist. Vor
seiner Einstellung im Betrieb absolvierte er eine Lehre zum Tierwirt in einem konventionellen
Schweinebestand. Auch danach hatte und hat er sporadischen Kontakt zu Schweinen aus
konventioneller Haltung im Betrieb seines Onkels. Ein Bezug des jungen Mannes zu
medizinischen Einrichtungen, etwa durch einen Krankheitsfall im Familien- oder
Freundeskreis, beziehungsweise durch pflegebedürftige Angehörige, konnte nicht hergestellt
werden.
• Bestand 2
Bei der Untersuchung der Nasenabstriche des Betriebsleiters sowie eines Auszubildenden
konnten keine MRSA nachgewiesen werden.
• Bestand 3
Sowohl aus dem Nasenabstrich des Betriebsleiters als auch aus dem seines Vaters konnten
MRSA isoliert werden. Bei beiden MRSA- Isolaten wurde der spa-Typ t011 mit dem SCCmec-
Element V nachgewiesen. Beide arbeiten täglich im Stall und stehen in direktem Kontakt zu
den Schweinen.
• Bestand 4
Weder beim Betriebsleiter noch bei zwei geistig beeinträchtigten Mitarbeitern wurden eine
MRSA in den Nasenabstrichen nachgewiesen.
• Bestand 5
Weder im Nasenabstrich des Betriebsleiters, der sich nicht täglich im Stall aufhält, noch im
Nasenabstrich seines Mitarbeiters konnten MRSA nachgewiesen werden.
• Bestand 6
Bei der Untersuchung der Nasenabstriche des Betriebsleiters und seiner Frau sowie des seit
kurzem auf dem Betrieb tätigen Auszubildenden wurden keine MRSA nachgewiesen. Der
88

Ergebnisse
Nasenabstrich eines langjährigen Mitarbeiters, der vor allem mit Arbeiten im Außenklimastall
betraut ist, war MRSA-positiv. Die Typisierung des Isolats ergab MRSA mit dem spa-, bzw.
SCCmec-Typ t034, mecV. Die Befragung dieses Mitarbeiters, der schätzungsweise 58 Jahre alt
ist ergab, dass sein Bruder konventionelle Schweinehaltung betreibt und der Mann in
regelmäßigem Kontakt zu seinem Bruder sowie dessen Tieren steht. Der Mann besucht
regelmäßig eine Angehörige in einem nahegelegenen Krankenhaus.
4.4 Spa-Typen ausgewählter MRSA-Isolate aus Querschnitts- und
Longitudinalstudie
Die 33 MRSA-Isolate aus Querschnitts- und Longitudinalstudie, die zur Bestimmung des spa-
Typs ausgewählt wurden, setzten sich wie folgt zusammen: 11 Isolate stammten aus
Umgebungsproben, davon sechs aus Staub- und fünf aus Sockentupferproben, 17 aus den
Nasenabstrichen von Schweinen und zwei aus den Nasenabstrichen von Menschen. Zusätzlich
wurde das MRSA-Isolat des einzigen MRSA-positiven Haustiers zur Typisierung an das
Bundesinstitut für Risikobewertung (BfR), Berlin übersandt.
Insgesamt 25 MRSA-Isolate konnten dem spa-Typ t011 mit dem SCCmec-Element V
zugeordnet werden. Dies entspricht einem Anteil von 75% des spa-Typs t011 an der
Gesamtheit der typisierten Isolate. Davon stammten acht Isolate aus Umgebungsproben, 14 aus
Nasenabstrichen von Schweinen und zwei Isolate aus den Nasenabstrichen von beruflich
exponierten Personen. Die einzigen bei einem Haustier (Hofhund) nachgewiesenen MRSA
waren ebenfalls dem spa-Typ t011, mecV zuzuordnen. Auch das MRSA-Isolat aus einer im
Bestand 4 entnommenen Sockentupferprobe gehörte dem spa-Typ t011 an, jedoch ergab hier
die Bestimmung des SCCmec Elementes den Typ mecIVa.
Bei sechs weiteren MRSA-Isolaten, entsprechend 24%, konnte der spa-Typ t034, mecV
identifiziert werden. Davon stammten zwei aus Umgebungsproben, zwei aus Nasenabstrichen
von Schweinen und zwei Isolate aus den Nasenabstrichen von Menschen. Der spa-Typ t1430
wurde einmalig bei MRSA aus dem Nasenabstrich eines Mastschweins nachgewiesen, welches
im Bestand 5, im Rahmen der Longitudinalstudie beprobt worden war. Das zugehörige
SCCmec-Element war dabei nicht typisierbar. Eine grafische Darstellung des Ergebnisses der
Subtypisierung durch das BfR ist der nachfolgenden Abbildung 18 zu entnehmen.
89

Ergebnisse
Abbildung 18: Verteilung der nachgewiesenen spa-Typen (Querschnitts- und Longitudinalstudie)
90

5 Diskussion
5.1 Bestandsprävalenz von MRSA (Querschnittsstudie)
Im Rahmen der vorliegenden Studie konnten bei der Untersuchung von 42 ökologisch
bewirtschafteten Schweinebeständen unterschiedlicher Produktionsstufen mittels der
Entnahme von Umgebungsstaubproben sowie durch die Untersuchung von bis zu 60
Nasentupfern in 11 Beständen MRSA nachgewiesen werden. Dies entspricht einer
Bestandsprävalenz von insgesamt 26%.
Vergleichbare Studien aus Deutschland und den Niederlanden in konventionell
bewirtschafteten Schweinebeständen und Schlachthöfen weisen deutlich höhere
Bestandsprävalenzen nach. So veröffentlichten DE NEELING et al. im Jahr 2007 die
Ergebnisse einer Studie zum Vorkommen von MRSA, die in neun niederländischen
Schlachthöfen durchgeführt wurde. Die Autoren untersuchten jeweils zehn Tiere aus 54
Kohorten mittels der Entnahme von Nasenabstrichen. Eine MRSA-Besiedlung konnte bei 209
von 540 untersuchten Schlachtschweinen nachgewiesen werden, was einer
Einzeltierprävalenz von 39% entspricht. Die MRSA-Prävalenz der untersuchten Kohorten lag
mit 81% (44 von 54) um ein Vielfaches höher. Im Rahmen einer Studie an Sektionsschweinen
zum Vorkommen von MRSA bei Schweinen in Nordwestdeutschland, untersuchten
MEEMKEN et al. (2008) im Jahre 2007 insgesamt 678 Tiere aus 347 Beständen auf eine
nasale Besiedlung mit MRSA. Hierbei wurde eine Einzeltierprävalenz von 13% sowie eine im
Vergleich zu den Ergebnissen von DE NEELING et al. (2007) deutlich geringere
Bestandsprävalenz von 18% ermittelt.
Eine weitere Studie zum Vorkommen von MRSA bei Schweinen in den Niederlanden aus
dem Jahr 2007 wurde von VAN DUIJKEREN et al. vorgestellt. Die Autoren untersuchten
Nasenabstriche zehn Tiere aus 31 Beständen unterschiedlicher Produktionsstufen auf das
Vorkommen von MRSA und konnten in sieben von 31 Beständen MRSA nachweisen. Die
Bestandsprävalenz betrug somit 23% und liegt damit deutlich über dem in der in der
vorliegenden Studie allein anhand der Entnahme von zehn Nasentupfern pro Bestand
ermittelten Prävalenz von 14%. BROENS et al. (2011) kombinierten die Untersuchung von
Umgebungsproben und 60 Nasentupfern. Die Autoren konnten so in 67% der untersuchten
Zucht-, sowie in 71% der untersuchten Mastbestände MRSA nachweisen. Die hier im
Rahmen der Querschnittsstudie anhand der Entnahme von Staubproben und 50 bis 60
Nasentupfern ermittelte Bestandsprävalenz ist mit 26% wiederum um ein Vielfaches geringer.
Dabei wurden, im Gegensatz zu der Studie von BROENS et al. (2011) mehr
91

Diskussion
Ferkelerzeugerbetriebe als Mastbestände, nämlich 41,7% der untersuchten Ferkelerzeuger-,
aber nur 27,8% der untersuchten Mastbestände als MRSA-positiv identifiziert. Weiterhin
wurde nur bei einem von 12 im geschlossenen System wirtschaftenden Beständen MRSA
nachgewiesen. Der geringere Nachweis von MSRA bei Beständen, die im geschlossenen
System bewirtschaftet werden, korreliert mit den Ergebnissen der Studie von VAN
DUIJEKEREN et al. (2007): Dabei war bei VAN DUIJKEREN (2007) die Betriebsform des
geschlossenen Systems unter sieben MRSA-positiven Beständen nur einmal vertreten. Die
von FISCHER (2011) im Rahmen des EH-Verbundvorhabens des BMELV veröffentlichten
Ergebnisse zeigen wie in der vorliegenden Studie ein gehäuftes Vorkommen von MRSA in
Zuchtbeständen (58% MRSA-positive) und eine geringere MRSA-Prävalenz bei
Mastbeständen (25% MRSA-positive) sowie geschlossenen Systemen (17% MRSA-positive).
Sie beruhen jedoch ausschließlich auf der Untersuchung von Staubproben und können daher
nur eingeschränkt zum Vergleich mit den hier vorliegenden Ergebnissen herangezogen
werden, die in ihrer Gesamtheit durch die kombinierte Entnahme von Staubproben und
Nasentupfern gewonnen wurden.
In der vorliegenden Studie konnten von fünf Beständen, die mehr als 1000 Tieren hielten drei
Bestände, ein Ferkelerzeugerbetrieb und zwei Mastbestände, als MRSA-positiv identifiziert
werden. Dies entspricht einer Bestandsprävalenz von 60%. Daraus ergibt sich eine signifikant
höhere MRSA-Prävalenz in großen ökologischen Schweinebeständen mit mehr als 1000
Tierplätzen. Auch FRICK (2010) wies bei der Untersuchung von 60 Schweinebeständen in
Bayern in Beständen die mehr als 1000 Tieren hielten, signifikant häufiger MRSA nach. Der
Autor ermittelte anhand der Entnahme von zehn Nasentupfern je Bestand eine MRSA-
Prävalenz von 72,7%. Dagegen konnte er in nur 31,8% der Bestände die weniger als 500
Tiere hielten und in nur 25% der Bestände, die zwischen 500 und 1000 Tiere hielten, das
Vorkommen von MRSA nachweisen. Die Ergebnisse des Teilprojekts aus dem EH-
Verbundvorhaben, in dem konventionell bewirtschaftete Mastbestände in Nordwest- und
Ostdeutschland untersucht wurden, unterstützen ebenfalls diese These. Die Autorin wies in
Mastbeständen mit über 2000 Mastplätzen signifikant häufiger MRSA nach (BROCKERS,
2011). Einen Einfluss der Bestandsgröße auf den MRSA-Status stellen auch BROENS et al.
(2011) anhand der Untersuchung von 171 Zuchtbeständen her. Sie identifizierten unter den
kleineren Beständen nur rund 40% als MRSA-positiv. Dagegen wurden bei großen Beständen
mit mehr als 500 Sauen in über 80% der Fälle MRSA nachgewiesen. Die Autoren sehen die
Bestandsgröße als den wesentlichen Einflussfaktor auf den MRSA-Status eines Bestandes an.
Zwar konnten sie bei der Untersuchung weiterer möglicher Einflussfaktoren wie Antibiotika-
92

Diskussion
Einsatz, Zukauf von Jungsauen und Hygienemanagement keinen signifikanten
Zusammenhang mit dem MRSA-Status herstellen, jedoch ist deren Ausprägung untrennbar
mit der Bestandsgröße verbunden. So sieht auch BROCKERS (2011) die Bestandsgröße als
Confounder an, der durch die steigende Anzahl an Zulieferern die Wahrscheinlichkeit eines
Eintrags von MRSA erhöht und durch die höhere Besatzdichte die Verbreitung im Bestand
begünstigt.
Bei der Mehrzahl der in der vorliegenden Studie untersuchten ökologisch bewirtschafteten
Schweinebetriebe handelt es sich jedoch um vergleichsweise kleine Bestände, in denen meist
deutlich weniger als 1000 Schweine gehalten werden. Die These von BROENS et al. (2011)
und BROCKERS (2011), die der Bestandsgröße eine Wirkung als Confounder mit indirekter
Prägung von weiteren Einflussfaktoren zuweist, die Autoren früherer Studien ebenfalls mit
dem MRSA-Status in Verbindung bringen (VAN DUIJKEREN et al., 2007; SMITH et al.,
2008), könnte eine mögliche Erklärung für das geringe Vorkommen von MRSA in ökologisch
wirtschaftenden Schweinebeständen liefern. Eine visuelle Darstellung der potentiellen
Resilienzfaktoren, die das geringere Vorkommen von MRSA in ökologisch wirtschaftenden
Schweinebeständen begründen könnten, gibt Abbildung 19.
93

Diskussion
MRSA-Resilienzfaktoren in ökologisch bewirtschafteten Schweinebeständen
Geringere Besatzdichte
Weniger intensive
Reinigung und
Desinfektion
(konkurrierende
Keimflora)
Kleinere Bestände
Weniger Tierverkehr
Restriktiver Antibiotika-Einsatz
Abbildung 19: Die wichtigsten potentiellen MRSA-Resilienzfaktoren in ökologisch
wirtschaftenden Schweinebeständen (modifiziert nach HEINE et al., 2011)
94

Diskussion
5.2 MRSA-Prävalenz an verschiedenen Beprobungszeitpunkten
(Longitudinalstudie)
Im Rahmen der Longitudinalstudie konnten in der Mehrzahl der sechs untersuchten Bestände
nur vereinzelt MRSA aus Sockentupferproben isoliert oder bei Einzeltieren nachgewiesen
werden. Dies spricht für eine sehr niedrige MRSA-Prävalenz in den Beständen 1, 2, 4, 5 und
6, die möglicherweise durch die Entnahme von 12 Einzeltupfern nicht ausreichend detektiert
wurde. Laut der Formel von CANON u. ROE (1982) kann mit einer Stichprobengröße von 12
Nasenabstrichen ab einer Bestandsgröße von 40 Tieren nur noch eine Intraherdenprävalenz
von 20% und mehr mit 95%iger Sicherheit erfasst werden. Für nachfolgende
Longitudinalstudien in ökologisch wirtschaftenden Schweinebeständen ist daher eine größere
Stichprobenzahl anzustreben, um auch niedrige MRSA-Prävalenzen nachweisen zu können.
Nur im Bestand 3, einem Ferkelerzeugerbetrieb mit 56 Sauenplätzen der jährlich Jungsauen
aus demselben konventionellen Bestand bezieht, konnten zu allen Beprobungszeitpunkten
sowohl in der Tierumgebung als auch bei Sauen und Ferkeln MRSA nachgewiesen werden.
Die Ursache für die vergleichsweise hohe MRSA-Prävalenz in diesem Bestand könnte in
einem kontinuierlichen Eintrag von MRSA durch Zukauf von Jungsauen aus einem eventuell
MRSA-positiven konventionellen Bestand liegen. Diese These lässt sich durch die Ergebnisse
der Studien von NATHAUS et al. (2010), MOODLEY et al. (2010) und MEYER (2011)
stützen, die ein erhöhtes Risiko der MRSA-Besiedlung von Ferkeln MRSA-positiver Sauen
aufzeigen. Eine sichere Aussage über den MRSA-Status dieses Bestandes kann jedoch nicht
getroffen werden, da im Zeitraum der Probennahme keine Anlieferung konventioneller
Jungsauen stattfand und eine Probennahme in dem konventionell bewirtschafteten
Zuliefererbetrieb im Rahmen des Projekts nicht vorgesehen war.
Intensität und Verlauf der MRSA-Besiedlung bei Sauen und Ferkeln im Bestand 3 sollen
nachfolgend den Ergebnissen einer Studie von MEYER (2011) gegenübergestellt werden, die
im Rahmen des EH-Verbundvorhabens des BMELV durchgeführt wurde und die
Kolonisationsdynamik von MRSA in sechs konventionell bewirtschafteten Zuchtbeständen in
Niedersachsen und Nordrhein-Westfalen untersucht. Dabei beobachtete der Autor die MRSA-
Besiedlung bei Sauen und Ferkeln im Zeitraum kurz vor der Geburt der Ferkel bis zum
nächsten Belegen der Sauen anhand der Entnahme von Nasen- und Vaginalabstrichen und
beprobte ebenfalls die Tierumgebung mittels Staub- und Sockentupferproben. Die Ergebnisse
von MEYER (2011) können nicht direkt mit den Ergebnissen dieser Studie verglichen werden.
In ökologisch wirtschaftenden Schweinebeständen ist eine kontrollierte Beprobung der Sauen
95

Diskussion
maximal 48 Stunden vor der Geburt nicht möglich, weil die Abferkelung nicht in dem Maße
wie in konventionellen Sauenbeständen vorhersehbar, bzw. synchronisierbar ist. Auch der
letzte Beprobungstermin, den MEYER (2011) für das Ende der Flatdeck-Phase vorsieht,
entfällt in der vorgestellten Studie, da die Haltung von Ferkeln im Flatdeck laut EU-Öko
Verordnung verboten ist und die vorgeschriebene Säugezeit 40 Tage beträgt. MEYER (2011)
nennt die direkte und indirekte Übertragung von MRSA zwischen Sau und Ferkeln als wichtige
Quelle der MRSA-Besiedlung. Auch in dem hier untersuchten Bestand 3 liegt eine Übertragung
von MRSA durch die bereits beim Einstallen in das Abferkelabteil MRSA-postiven Sauen auf
deren Ferkel nahe. Dies belegt der positive MRSA-Nachweis bei fast allen Ferkeln 24 Stunden
nach der Geburt. Der gleichzeitige Nachweis des spa-Typs t011 in Umgebungsproben und dem
Nasenabstrich einer Sau untermauert die These einer indirekten Übertragung von MRSA durch
unbelebte Vektoren, die der Autor der vorgenannten Studie als weiteren wichtigen Faktor für
die Ausbreitung von MRSA ansieht. Auch die Instabilität der MRSA-Besiedlung bei Sauen, die
MEYER (2011) feststellte, konnte im hier untersuchten Bestand 3 in ähnlicher Form beobachtet
werden. Im Hinblick auf die Kolonisationsdynamik von MRSA und den Zeitpunkt der höchsten
Prävalenz zeigen sich jedoch Unterschiede zu den Ergebnissen von MEYER (2011). So weist
der Autor die höchste MRSA-Besiedlungsrate bei Sauen zum Zeitpunkt des Absetzens und bei
Ferkeln zum Ende der Flatdeck-Phase nach. Er sieht die Ursachen hierfür vor allem in dem
beim Absetzen auftretenden Stress für die Sauen sowie in der Durchmischung der Ferkel bei
hoher Belegdichte im Flatdeck. In der vorliegenden Studie konnte dagegen beim Absetzen, das
in der ökologischen Ferkelerzeugung 20 Tage später stattfindet, die niedrigste MRSA-
Prävalenz bei Sauen und Ferkeln beobachtet werden. Möglicherweise wirken sich die
verlängerte Säugezeit und die gemeinsame Haltung der Sauen und Ferkel in einer festen
Gruppe Stress lindernd und damit hemmend auf die MRSA-Besiedlung aus. Auch die im
Vergleich zur konventionellen Sauenhaltung stärker ausgeprägte Konkurrenzflora aufgrund
einer weniger intensiven Reinigung und Desinfektion erschwert möglicherweise die
Ausbreitung von MRSA (siehe auch Abbildung 19). Diese Überlegungen sind aufgrund der
nicht repräsentativen Stichprobengröße nur als Denkanstöße für weiterführende Studien zu
betrachten.
96

Diskussion
5.3 Vorkommen von MRSA bei beruflich exponierten Personen
In der vorliegenden Studie wurden MRSA bei 22% der untersuchten Personen mit
regelmäßigem beruflichem Kontakt zu Schweinen nachgewiesen. Es wurden dabei jedoch in
keinem Fall klinische Symptome beobachtet, die auf eine Staphylococcus aureus- Infektion
zurückzuführen wären.
MEEMKEN et al. (2008) ermittelten in einer Studie in Nordwestdeutschland eine MRSA-
Prävalenz von 23% bei beruflich zum Schwein exponierten Personen. Dies entspricht in etwa
dem hier ermittelten Wert. In den Untersuchungen wurden keine Landwirte, sondern
Tierärzte, amtliche Fachassistenten und Laborpersonal beprobt. DENIS et al. (2009)
ermittelten bei der Untersuchung von 49 Schweinebeständen in Belgien eine MRSA-
Prävalenz von 37,8% bei den untersuchten Landwirten und liegen damit über dem von
MEEMKEN et al. (2008) sowie dem in der vorliegenden Studie ermittelten Wert. DENIS et
al. (2009) stellen einen Zusammenhang zwischen dem MRSA-Trägertum und dem
Vorkommen von MRSA bei Schweinen her. Im Umkehrschluss vermuten WULF et al.
(2008), die eine niedrigere MRSA-Prävalenz bei ökologisch wirtschaftenden Landwirten im
Vergleich zu ihren konventionell wirtschaftenden Berufskollegen nachwiesen, eine niedrigere
MRSA-Besiedlungsrate in ökologisch bewirtschafteten Schweinebeständen. Dies konnte in
der vorliegenden Studie zwar bestätigt werden, jedoch scheint bei der MRSA-Besiedlung
beruflich exponierter Personen in MRSA-positiven, ökologisch bewirtschafteten Beständen
kaum ein Unterschied zur konventionellen Schweinehaltung zu bestehen.
5.4 Spa-Typen
Bei der Bestimmung des spa-Typs der MRSA-Isolate aus Querschnitts- und Longitudinalstudie
wurde der spa-Typ t011 mecV am häufigsten und der spa-Typ t034 mecV am zweithäufigsten
nachgewiesen. Dieses Ergebnis korreliert mit den Inhalten der Grundlagenstudie der European
Food Safety Authority (EFSA) zur Erhebung der Prävalenz Methicillin-resistenter
Staphylococcus aureus in Zuchtschweinebeständen in der Europäischen Union, Norwegen und
der Schweiz (EFSA, 2010). Hiernach ist der spa-Typ t011 der am weitesten verbreitete MRSA-
Subtyp in europäischen Schweinebeständen. Auch BROCKERS (2011) und FRICK (2010)
berichten über das dominierende Vorkommen dieses Subtyps in deutschen Mast- und
Zuchtschweinebeständen. Den spa-Typ t034 konnten beide Autoren jeweils am zweithäufigsten
nachweisen. Demnach zeigt sich in der vorliegenden Studie ein ähnliches Verteilungsmuster
der spa-Typen wie in konventionell bewirtschafteten Schweinebeständen.
97

Diskussion
Die spa-Typisierungsergebnisse der vom Menschen isolierten MRSA-Stämme zeigten ebenfalls
ausschließlich den spa-Typ t011 und t034. Hier lassen sich Parallelen zu den
Veröffentlichungen von KHANNA et al. (2007) und VAN LOO (2007) erkennen. So konnten
KHANNA et al. (2007) im Rahmen einer Studie in 20 kanadischen Schweinebeständen einen
signifikanten Zusammenhang zwischen dem MRSA-Status der Farm und der MRSA-
Besiedlung der dort arbeitenden Menschen nachweisen. Dabei wurde der eGenomics spa type
539, der nach dem in Deutschland verwendeten Klassifizierungssystem dem spa-Typ t034
entspricht, bei Schweinen und Menschen gleichermaßen häufig nachgewiesen. Auch VAN
LOO et al. (2007) konnten bei 40% der aus den Nasenabstrichen von Schweinen und beruflich
exponierten Personen MRSA der spa-Typen t011 und t034 nachweisen. In der vorliegenden
Arbeit könnte ein ähnlicher Zusammenhang- wenn auch nur anhand einer sehr kleinen
Stichprobengröße- angenommen werden. So waren im Bestand 3, der die häufigsten MRSA-
Nachweise der in der Longitudinalstudie untersuchten Bestände aufwies, sowohl der
Betriebsleiter als auch sein Vater MRSA-positiv. Die Typisierung dieser MRSA-Isolate ergab
jeweils den gleichen spa-Typ (t011, mecV), der auch aus den Nasenabstrichen von den
Schweinen des Bestands sowie aus den Umgebungsproben und sogar aus dem Nasenabstrich
des Hofhundes isoliert wurde.
98

6 Schlussfolgerungen
1. Die dargestellten Ergebnisse zeigen im Vergleich mit den Ergebnissen des EH-
Verbundprojekts des BMELV zum Vorkommen von MRSA in konventionell
wirtschaftenden Schweinebeständen (BROCKERS, 2011; FISCHER, 2011; MEYER,
2011), eine deutlich geringere MRSA-Prävalenz in ökologisch bewirtschafteten
Schweinebeständen. In den untersuchten ökologisch wirtschaftenden MRSA-positiven
Schweinebeständen wurden keine klinischen Symptome beobachtet, die auf Staphylococcus
aureus zurückzuführen wären. Gleiches gilt für die die Schweine betreuenden Personen, bei
denen MRSA nachgewiesen wurde.
2. Die im Rahmen der Untersuchungen zum EH-Verbundprojekt identifizierten Risikofaktoren
für das Vorkommen von MRSA in konventionell wirtschaftenden Schweinebeständen, wie
große Bestände mit hoher Belegdichte sowie ein intensiver Tierverkehr bei wechselnden
Lieferbeziehungen (BROCKERS, 2011), unterscheiden sich grundlegend von denen in der
ökologischen Schweinehaltung: Kleinere Betriebsstrukturen mit geringeren Tierzahlen
sowie eine geringe Belegdichte scheinen sich genauso begrenzend auf die Ausbreitung von
MRSA auszuwirken wie ein eingeschränkter Tierverkehr bei meist festen
Lieferbeziehungen. Die Haltung von Schweinen im geschlossenen System, wie sie in der
ökologischen Schweinehaltung besonders häufig praktiziert wird, trägt weiterhin zur
Vermeidung eines MRSA-Eintrages bei.
3. Der Eintrag von MRSA durch den Zukauf von Jungsauen (insbesondere aus
konventionellen Beständen) ist als der größte Risikofaktor für das Vorkommen von MRSA
in der ökologischen Schweinehaltung anzusehen. Dafür spricht der signifikant häufigere
Nachweis von MRSA bei Ferkelerzeugerbetrieben gegenüber Mastbeständen und
geschlossenen Systemen. Der MRSA-Status zugekaufter Tiere sollte daher regelmäßig
mittels Nasenabstrichen untersucht werden.
4. Die in den ökologisch wirtschaftenden Schweinebeständen nachgewiesenen MRSA konnten
überwiegend den spa-Typen t011, mecV und t034, mecV zugeordnet werden. Sie gehören
somit zur gleichen klonalen Linie, wie die in konventionell bewirtschafteten Beständen
verbreiteten MRSA. Dies stützt die These, dass es sich bei livestock-associated MRSA
weniger um eine ständig vorhandene Neuentstehung handelt, als vielmehr um einen
99

Schlussfolgerungen
zirkulierenden MRSA-Stamm (MEEMKEN et al., 2008; BROCKERS, 2011; MEYER
2011; FISCHER, 2011). Der Nachweis der spa-Typen t011, mecV und t034, mecV auch bei
beruflich exponierten Personen und einem Hofhund deutet auf eine Übertragbarkeit von
MRSA zwischen Tieren und Menschen hin.
5. Ein Zusammenhang zwischen dem Einsatz von Antibiotika und dem Vorkommen von
MRSA konnte in dieser Studie nicht belegt werden. Zwar erhöht der Einsatz von
Antibiotika den Selektionsdruck auf die konkurrierende Keimflora und kann so die
Ausbreitung vorhandener MRSA begünstigen, jedoch kann anhand der Ergebnisse der
vorliegenden Studie nicht belegt werden, dass ein Antibiotika-Einsatz in jedem Fall eine
Neubildung von MRSA verursacht.
6. Ein Screening ökologisch wirtschaftender Schweinebestände allein anhand der
Untersuchung einer Umgebungsstaubprobe pro Bestand lässt keine sichere Einschätzung
des Vorkommens von MRSA zu. Dafür spricht, dass in der vorliegenden Studie durch die
zusätzliche Entnahme von zehn Nasentupfern vier weitere Bestände als MRSA-positiv
identifiziert wurden, die aus der Umgebungsstaubuntersuchung als „MRSA-negativ
definiert“ hervorgegangen waren, und dass mittels der Entnahme von 50 bis 60
Nasenabstrichen in zwei weiteren, auch nach der Entnahme von zehn Nasentupfern noch
MRSA-negativ definierten Beständen, MRSA nachgewiesen werden konnten. Auch die
Untersuchung von Sockentupfern im Rahmen der Longitudinalstudie lieferte dreimal
häufiger einen positiven MRSA-Nachweis als die Untersuchung der gleichzeitig
entnommenen Staubprobe. Dies lässt den Schluss zu, dass sich die Kombination der
Entnahme eines Sockentupfer mit der gleichzeitigen Entnahme von zehn Nasenabstrichen
die aussagekräftigste und kostengünstigste Methode für die Untersuchung des MRSA-
Status ökologisch bewirtschafteter Schweinebestände ist. Für die nach dieser
Untersuchungsmethode MRSA-negativ definierten Bestände sollte man die
Stichprobengröße auf 50 bis 60 Nasenabstriche (mikrobiologisch untersucht als 5er-Pools)
erhöhen, womit auch niedrigere Intraherdenprävalenzen von über 5% erkannt werden
können. Insgesamt kann gesagt werden, dass in ökologisch bewirtschafteten
Schweinebeständen, insbesondere für Longitudinalstudien in niedrigprävalenten
Beständen, die Stichprobengröße entsprechend erhöht werden muss.
100

7 Zusammenfassung
Ulrike Heine
Epidemiologische Studie zum Vorkommen von MRSA
(Methicillin-resitente Staphylococcus aureus) in ökologisch wirtschaftenden
Schweinebeständen
In der vorliegenden Studie wurde das Vorkommen von MRSA in ökologisch wirtschaftenden
Schweinebeständen untersucht.
In einer Querschnittsstudie wurden zunächst 42 ökologisch wirtschaftende Bestände
unterschiedlicher Betriebsstrukturen (Mastbestände, Ferkelerzeugerbetriebe, geschlossene
Systeme) im gesamten Bundesgebiet beprobt. Bestandsspezifische Daten wurden mit Hilfe
eines Fragebogens erhoben. Potentielle Einflussfaktoren auf den MRSA-Status, wie die
Bestandsgröße, die Durchführung von Reinigungs- und Desinfektionsmaßnahmen oder der
Einsatz von Antibiotika fanden dabei besondere Berücksichtigung. Insgesamt 18
Mastbestände, 12 Ferkelerzeugerbetriebe und 12 geschlossene Systeme wurden in einem
zweistufigen Untersuchungsverfahren zuerst mittels zehn Nasenabstrichen und einer
Umgebungsstaubprobe pro Bestand untersucht. Dabei konnten neun von 42 Beständen
(Bestandsprävalenz 21%) als MRSA-positiv identifiziert werden. Die mittels dieser
Stichprobengröße als MRSA-negativ definierten Bestände wurden anschließend erneut
beprobt. Dazu wurde die Stichprobengröße auf 50 bis 60 Nasentupfer erhöht, um bereits eine
MRSA-Intraherdenprävalenz ab 5% abschätzen und so die Sensitivität des
Nachweisverfahrens steigern zu können. Dadurch konnten zwei weitere Bestände als MRSApositiv
identifiziert werden. Damit betrug die im Rahmen der Querschnittsstudie ermittelte
MRSA-Bestandsprävalenz 26%. Hierbei konnten MRSA signifikant häufiger in
Ferkelerzeugerbetrieben, als in Mastbeständen und geschlossenen Systemen nachgewiesen
werden. Auch wurde ein signifikant häufigeres Vorkommen von MRSA in größeren
Beständen mit mehr als 1000 Tieren festgestellt. Ein direkter Zusammenhang des
Vorkommens von MRSA mit der Qualität der Reinigung und Desinfektion sowie dem Einsatz
von Antibiotika konnte nicht festgestellt werden.
Die sich anschließende Longitudinalstudie wurde in sechs aus der Querschnittsstudie als
MRSA-positiv hervorgegangenen Beständen durchgeführt. Hierfür wurden in drei
Ferkelerzeuger- und zwei Mastbeständen sowie einem geschlossenen System eine festgelegte
101

Zusammenfassung
Anzahl gekennzeichneter Einzeltiere sowie die Tierumgebung an mehreren
Beprobungsterminen untersucht. In allen sechs Beständen wurden neben den Schweinen auch
Landwirte, Angehörige und, soweit vorhanden, Haustiere mittels Nasenabstrichen auf eine
MRSA-Besiedlung untersucht. Mit Ausnahme des Bestandes 3 konnten in der
Longitudinalstudie nur vereinzelt MRSA in Umgebungsproben oder bei Einzeltieren
nachgewiesen werden. In den Beständen 2 und 6 wurden mit dieser Untersuchungsmethode
keine MRSA gefunden. Im Bestand 3, einem Ferkel erzeugendem Betrieb, wurden zu allen
Beprobungszeitpunkten sowohl in der Tierumgebung als auch bei Sauen und Ferkeln MRSA
nachgewiesen.
Die Untersuchung der Nasenabstriche von 18 beruflich exponierten Personen in MRSApositiven
Beständen ergab in vier Fällen den Nachweis von MRSA. Auch einer von vier
untersuchten Haus- und Hofhunden war MRSA-positiv (Bestand 3).
Die Bestimmung der MRSA spa-Typen ergab ein gehäuftes Auftreten von t011 und t034 in
den Umgebungsproben sowie in den Nasenabstrichen von Schweinen. Dieselben spa-Typen
konnten auch bei den MRSA-Isolaten beruflich exponierter Personen sowie bei dem einen
positiven Hund nachgewiesen werden. In den untersuchten ökologisch wirtschaftenden
Schweinebeständen wurde, im Vergleich zu konventionell bewirtschafteten Beständen, eine
deutlich geringere MRSA-Prävalenz ermittelt. Als Einflussfaktor auf den MRSA-Status von
ökologisch wirtschaftenden Schweinebeständen kommt der Bestandsgröße wahrscheinlich
eine besondere Bedeutung zu: Sie impliziert eine, die Ausbreitung von MRSA
möglicherweise begünstigende Ausprägung weiterer Faktoren, denen zumindest ein indirekter
Einfluss auf den MRSA-Status eines Bestandes zugeschrieben werden kann. Dazu zählen
unter anderem die Durchführung von Reinigungs- und Desinfektionsmaßnahmen sowie der
Einsatz von Antibiotika. Auch dem Tierverkehr scheint eine Bedeutung als Einflussfaktor auf
den MRSA-Status zuzukommen: Die bevorzugte Betriebsform des geschlossenen Systems in
der ökologischen Landwirtschaft führt voraussichtlich zu einem verminderten Risiko des
Eintrags von MRSA aus anderen Schweinebeständen. Dagegen ist möglicherweise der
kontinuierliche Eintrag von MRSA durch den Zukauf von Jungsauen aus eventuell MRSApositiven
konventionellen Beständen als potentieller Risikofaktor in Betracht zu ziehen.
Es gilt nun, die Eintragsquellen von MRSA in die ökologische Schweinehaltung in
weiterführenden Studien detailliert zu untersuchen. Durch ein regelmäßiges Screening von
Tieren und Umgebung mit einer repräsentativen, auch niedrigere Intraherdenprävalenzen
erkennenden Stichprobengröße können Erkenntnisse gewonnen werden, die es ermöglichen
die Ausbreitung von MRSA einzudämmen.
102

8 Summary
Ulrike Heine
Occurrence of MRSA (Methicillin-resitente Staphylococcus aureus) in
organic pig herds
The aim of this study was to determine the prevalence of methicillin-resistant Staphylococcus
aureus (MRSA) in organic pig herds.
In a cross-sectional study forty-two different kinds of organic pig farms (finishing farms,
farrowing farms, farrow-to-finish farms) were analysed by collecting environmental dust
samples and taking nasal swabs.
Farm specific data was assessed by a questionnaire. Factors which might have a potential
influence on the occurrence of MRSA, like farm size, implementation of cleaning and
disinfection or antimicrobial use were given special consideration. In total 18 finishing farms,
12 farrowing farms and 12 farrow-to-finish farms were examined in a two-step procedure. At
first each farm was examined by taking environmental dust samples, one for each farm, and
10 nasal swabs from randomly selected pigs. In this way nine of forty-two farms were
identified as MRSA-positive. The herd prevalence was determined at 21%. The 31 remaining
farms defined as “MRSA negative” were sampled a second time. Now the sample size was
increased to 50 to 60 nasal swabs to increase the sensitivity of the detection method, meaning
MRSA could have been detected when the within-herd prevalence is 5% and higher. This
sampling method increased the MRSA herd-prevalence to 26%. MRSA were significantly
more frequently detected in farrowing farms than in finishing or farrow-to-finish farms. The
occurrence of MRSA was also significantly higher in larger pig herds with more than 1000
pigs. A direct relationship between the quality of cleaning and disinfection or the frequency of
antimicrobial use and the occurrence of MRSA could not be detected.
The following longitudinal study was performed in six farms which were MRSA-positive in
the cross-sectional study. Nasal and vaginal swabs as well as environmental samples were
taken repeatedly from a certain number of marked pigs in three farrowing farms, two
finishing farms and in one farrow-to-finish farm. In each farm the MRSA-colonization rate of
the farm personnel and of pets, if on a farm, was also examined by taking nasal swabs. With
the exception of farm 3 MRSA was detected only sporadically in environmental samples or
nasal swabs. In farm 2 and 6 MRSA could not have been found while using this detection
method. In farm 3, a farrowing farm, MRSA were detected in nasal swabs as well as in
103

Summary
environmental samples each time samples were taken. The examination of the nasal swabs
taken from 18 farmers and farm personal was four times MRSA-positive. Also one of the four
examined dogs was MRSA-positive (farm 3).
In addition, the MRSA spa-types were identified. Spa-types t011 and t034 were detected most
frequently, both in nasal swabs from pigs as well as in environmental samples. The same spatypes
were found in nasal swabs taken from the humans and the one MRSA-positive dog.
The MRSA herd-prevalence in the examined organic pig herds was significantly lower than in
conventional pig herds, which were tested at the same time in the same regions using the
same sampling scheme. This lower occurrence of MRSA in organic pig herds seems to be due
to different factors. The most important might be the lower herd size in organic pig farming:
The herd size is most probably associated with further factors like the implementation of
cleaning and disinfection procedures or the use of antimicrobial substances, which could
indirectly affect the MRSA-status. Moving animals less than in conventional pig farming in
combination with the preferred form of closed systems in organic pig farming might be also a
reason for the lower MRSA occurrence. Because of this, the probability of the introduction of
MRSA from other pig herds into organic herds is low. A potential risk factor for the
introduction of MRSA in organic pig herds might be the purchase of gilts, which were raised
in an MRSA-positive conventional farm.
Further research is necessary to examine especially the introduction of MRSA in organic pig
herds with potentially positive gilts or other replacement animals by regular screenings of
animals and their environment. The lower MRSA herd-prevalence in organic pig herds must
be taken into consideration for future studies by choosing a sufficiently large sampling size.
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Tabellenverzeichnis
Tabelle 1: Richtlinienübersicht von vier Bioverbänden im Vergleich zur EG-Öko-
Basisverordnung (modifiziert nach „Fütterungsfibel Ökologische Schweinehaltung“,
Bayerische Landesanstalt für Landwirtschaft, LfL)................................................................. 27
Tabelle 2: Lage der untersuchten Bestände im Bundesgebiet.................................................. 33
Tabelle 3: Untersuchungsbestände Mast, Betriebe 1 bis 9....................................................... 34
Tabelle 4: Untersuchungsbestände Mast, Betriebe 10 bis 18................................................... 34
Tabelle 5: Untersuchungsbestände Zucht (Ferkelerzeugerbetriebe) Betriebe 1 bis 6.............. 35
Tabelle 6: Untersuchungsbestände Zucht (Ferkelerzeugerbetriebe) Betriebe 7 bis 12............ 36
Tabelle 7: Untersuchungsbestände geschlossenes System, Betriebe 1 bis 6 ........................... 37
Tabelle 8: Untersuchungsbestände geschlossenes System, Betriebe 7 bis 12 ......................... 37
Tabelle 9: Anzahl der beim zweiten Bestandsbesuch im Rahmen der Querschnittsstudie
entnommenen Nasentupfer (Mastbestände) ............................................................................. 39
Tabelle 10: Anzahl der beim zweiten Bestandsbesuch im Rahmen der Querschnittsstudie
entnommenen Nasentupfer (Ferkelerzeugerbetriebe) .............................................................. 40
Tabelle 11: Anzahl der beim zweiten Bestandsbesuch im Rahmen der Querschnittsstudie
entnommenen Nasentupfer (geschlossenes System)................................................................ 40
Tabelle 12: Bestandstyp und Bestandsgröße der Untersuchungsbestände der
Longitudinalstudie.................................................................................................................... 41
Tabelle 12: Beprobungsschema Longitudinalstudie, Mastbestand .......................................... 50
Tabelle 13: Beprobungsschema Longitudinalstudie, Ferkelerzeugerbetriebe ......................... 50
Tabelle 14: Beprobungsschema Longitudinalstudie, geschlossenes System ........................... 51
Tabelle 15: Verwendete Primer................................................................................................ 57
Tabelle 16: MRSA-positive Bestände...................................................................................... 62
Tabelle 17: MRSA-Status der untersuchten Bestände in Abhängigkeit von der Tierzahl....... 64
Tabelle 18: MRSA-Status der untersuchten Bestände, eingeteilt nach Belegdichte................ 65
Tabelle 19: Vorhandensein eines Auslaufs in den untersuchten Beständen ............................ 66
Tabelle 20: MRSA-Status der untersuchten Bestände in Abhängigkeit von der Herkunft des
Futters....................................................................................................................................... 67
Tabelle 21: MRSA-Status der untersuchten Bestände in Abhängigkeit von der Häufigkeit der
Reinigung ................................................................................................................................. 68
Tabelle 22: Unterschiedliche Reinigungsarten in den untersuchten Beständen ...................... 70
Tabelle 23: Durchführung von Desinfektionsmaßnahmen in den untersuchten Beständen .... 71
Tabelle 24: Nutzung von Schutzkleidung in den untersuchten Beständen .............................. 72
120

Tabellenverzeichnis
Tabelle 25: Kontakt der Schweine in den MRSA-positiven und MRSA-negativen Beständen
zu Hunden und Katzen ............................................................................................................. 73
Tabelle 26: Haltung anderer Tierarten ..................................................................................... 74
Tabelle 27: MRSA-Status und Einsatz von Antibiotika .......................................................... 75
Tabelle 22: MRSA-Befunde innerhalb der Longitudinalstudie für den Bestand 1.................. 77
Tabelle 23: MRSA-Befunde innerhalb der Longitudinalstudie für den Bestand 2.................. 79
Tabelle 24: MRSA-Befunde innerhalb der Longitudinalstudie für den Bestand 3.................. 80
Tabelle 25: MRSA-Befunde innerhalb der Longitudinalstudie für den Bestand 4, Teil 1 ...... 82
Tabelle 26: MRSA-Befunde innerhalb der Longitudinalstudie für den Bestand 4, Teil 2 ...... 83
Tabelle 27: MRSA-Befunde innerhalb der Longitudinalstudie für den Bestand 5:................. 84
Tabelle 28: Ergebnisse der Longitudinalstudie für den Bestand 6........................................... 84
Tabelle 28: Ergebnisse der Longitudinalstudie für den Bestand 6........................................... 85
Tabelle 29: Ergebnisse der Probennahmen bei Haustieren im Vergleich zum MRSA-Befund
des Schweinebestandes ............................................................................................................ 86
Tabelle 30: Ergebnisse der Probennahme bei beruflich exponierten Personen und deren
Angehörigen ............................................................................................................................. 87
121

Abbildungsverzeichnis
Abbildung 1: Markenzeichen der ökologischen Anbauverbände in Deutschland (modifiziert
nach BLUMENSCHEIN,2008)................................................................................................ 26
Abbildung 2: Lage der Untersuchungsbestände in Deutschland ............................................. 32
Abbildung 3: Entnahme einer Staubprobe Abbildung 4: Entnahme einer
Nasentupferprobe 38
Abbildung 5: MRSA-Kolonien auf CHROMagar MRSA (Fa. Mast Diagnostika
Laboratoriumspräparate GmbH, Reinfeld) .............................................................................. 55
Abbildung 6: Anteil MRSA-positiver Bestände unterteilt nach Bestandstyp.......................... 63
Abbildung 7: MRSA-Status in Abhängigkeit von der Bestandsgröße..................................... 64
Abbildung 8: MRSA-Status in Abhängigkeit von der Belegdichte ......................................... 65
Abbildung 9: MRSA-Status in Abhängigkeit vom Vorhandensein eines Auslaufs................. 66
Abbildung 10: MRSA-Status in Abhängigkeit von der Herkunft des Futters ......................... 67
Abbildung 11: MRSA-Status in Abhängigkeit von der Häufigkeit der Reinigung der Buchten,
Rampen und Treibwege ........................................................................................................... 69
Abbildung 12: MRSA-Status in Abhängigkeit von der Reinigungsart.................................... 70
Abbildung 13: MRSA-Status in Abhängigkeit von der Häufigkeit der
Desinfektionsmaßnahmen ........................................................................................................ 71
Abbildung 14: MRSA-Status in Abhängigkeit von der Verwendung von Schutzkleidung..... 72
Abbildung 15: MRSA-Status in Abhängigkeit vom Kontakt der Schweine zu Haustieren..... 73
Abbildung 16: MRSA-Status in Abhängigkeit von der Haltung anderer Tierarten auf dem
Betrieb ...................................................................................................................................... 74
Abbildung 17: MRSA-Status der Bestände und Einsatz von Antibiotika ............................... 75
Abbildung 18: Verteilung der nachgewiesenen spa-Typen (Querschnitts- und
Longitudinalstudie) .................................................................................................................. 90
Abbildung 19: Die wichtigsten potentiellen MRSA-Resilienzfaktoren in ökologisch
wirtschaftenden Schweinebeständen (modifiziert nach HEINE et al., 2011) .......................... 94
122

Anhang
Anlage 1: Fragebogen
MRSA-Ökoprojekt
Verbandszugehörigkeit:
Bestandstyp:
Ferkelerzeugerbetrieb
Ferkelaufzucht
Mastbestand
□ Ferkel aus eigener Aufzucht
□ Ferkel aus nur einer Herkunft
□ Ferkel aus mehreren ( ) Herkünften (getrennte Haltung)
□ Ferkel aus mehreren ( ) Herkünften (Durchmischung)
Gesamtkapazität:
Tierhaltung:
Aufstallung Deckzentrum Wartestall Abferkelstall Ferkelaufzucht Mast
Baujahr der Ställe
Inbetriebnahme (Jahr)
Anzahl der Ställe
Tierplätze/Stall
Tiere/Bucht
Belegdichte
(gering/mittel/hoch)
g m h g m h g m h g m h g m h
Kontinuierliche Belegung? ja nein ja nein ja nein ja nein ja nein
Abteil ja nein ja nein ja nein ja nein nein ja nein
Rein-Raus?
Stall ja nein ja nein ja nein ja nein ja nein
Bestand ja nein ja nein ja nein ja nein ja nein
Auslauf
(Größe,
Bodenbeschaffenheit)
Böden Deckzentrum Wartestall Abferkelstall Ferkelaufzucht Mast
Bis 50% Spaltenboden ja nein ja nein ja nein ja nein ja nein
Planbefestigt
Zustand (gut/mäßig/schlecht) g m s g m s g m s g m s g m s
Sauberkeit
(gut/mäßig/schlecht)
Material
g m s g m s g m s g m s g m s
Kot- und Harnbereich vom
Liegebereich räumlich
getrennt?
ja nein ja nein ja nein ja nein ja nein
123

Anhang
Einstreu Deckzentrum Wartestall Abferkelstall Ferkelaufzucht Mast
Art
Stroh
Sonstiges
Herkunft (eigen/fremd) eigen fremd eigen fremd eigen fremd eigen fremd eigen fremd
Lagerung innen außen innen außen innen außen innen außen innen außen
Gülle/Mist/Jauche Deckzentrum Wartestall Abferkelstall Ferkelaufzucht Mast
Lagerung
innen
außen
Entleerung
betonierte Platte
Lagerstätten
Behälter-
Lagune
nach der
Ausstallung
während der
Haltung
Fütterung Deckzentrum Wartestall Abferkelstall Ferkelaufzucht Mast
rationiert/ad libitum rat. ad lib. rat. ad lib. rat. ad lib. rat. ad lib. rat. ad lib.
Trogfütterung trocken flüssig trocken flüssig trocken flüssig trocken flüssig trocken flüssig
Automatenfütterung trocken flüssig trocken flüssig trocken flüssig trocken flüssig trocken flüssig
Fütterung 100% ökologisch? ja nein ja nein ja nein ja nein ja nein
Herkunft des Futters? hofeigen fremd hofeigen fremd hofeigen fremd hofeigen fremd hofeigen fremd
Stroh
Raufutter
Heu
Silage
Grünfutter
Herkunft des Raufutters?
Wasserversorgung Deckzentrum Wartestall Abferkelstall Ferkelaufzucht Mast
Stadtwasser/ Brunnen Stadt Brunnen Stadt Brunnen Stadt Brunnen Stadt Brunnen Stadt Brunnen
Untersuchungsergebnisse:
positive Befunde?
Art der
Tränke
Nippeltränken
Napftränken
Trog
Reinigung Deckzentrum Wartestall Abferkelstall Ferkelaufzucht Mast
Buchten/Spalten
(regelmäßig/gelegentlich/nie)
rglm gel nie rglm gel nie rglm gel nie rglm gel nie rglm gel nie
Rampen/Treibwege rglm gel nie rglm gel nie rglm gel nie rglm gel nie rglm gel nie
Wände/Decken rglm gel nie rglm gel nie rglm gel nie rglm gel nie rglm gel nie
124

Anhang
Hochdruckreiniger
(heiß oder kalt?)
Wie?
Wasserschlauch
Besenrein
Einweichen? ja nein ja nein ja nein ja nein ja nein
Gelangt Reinigungsnebel in
die Zuluft anderer Abteile?
ja nein ja nein ja nein ja nein ja nein
Werden Sauen vor
Umstallung
gewaschen/geduscht?
Desinfektion Deckzentrum Wartestall Abferkelstall Ferkelaufzucht Mast
Durchführung rglm gel nie rglm gel nie rglm gel nie rglm gel nie rglm gel nie
Abtrocknung nach Reinigung ja nein ja nein ja nein ja nein ja nein
Einwirkzeit
Mittel (Wirkstoffe)
Schädlingsbefall Deckzentrum Wartestall Abferkelstall Ferkelaufzucht Mast
Ratten/Mäuse
(gering/mittel/hoch)
g m h g m h g m h g m h g m h
Fliegen g m h g m h g m h g m h g m h
Ektoparasitenbefall (Milben)? g m h g m h g m h g m h g m h
Bekämpfung rglm gel nie rglm gel nie rglm gel nie rglm gel nie rglm gel nie
Hygiene
Wer hat Zutritt? Betriebsleiter Mitarbeiter Angehörige
Wie oft? (am Tag) 1x 2x mehr 1x 2x mehr 1x 2x mehr
Kontakt zu anderen Tieren? ja nein ja nein ja nein
Wenn ja, welche?
Wird im Stall konsequent
Schutzkleidung genutzt?
ja
nein
Krankenstall/Kadaververwah
rung/Quarantänestallanden?
Sonstige
Schutzvorkehrungen?
ja nein Desinfektion vor einzelnen Ställen? ja nein
Umzäunung der Anlage abschließbare Türen Stiefelreinigung
Stiefeldesinfektion
Arbeitsablauf vorhanden?
(zw. Ställen) ja nein
Wie? (Reihenfolge 1-5) Deckzentrum Wartestall Abferkelstall Ferkelaufzucht Mast
Kontakt Schwein/Schwein Deckzentrum Wartestall Abferkelstall Ferkelaufzucht Mast
aus verschiedenen Ställen ja nein ja nein ja nein ja nein ja nein
aus verschiedenen Abteilen ja nein ja nein ja nein ja nein ja nein
Kontakt Schwein/andere Tiere
andere Tiere auf dem
Betrieb?
Rinder Geflügel Pferde Schafe/Ziegen
Kaninchen Hund(e) Katze(n) sonstige
Kontakt zu Wild? ja nein Vögel? ja nein
Haben Hunde und / oder Deckzentrum Wartestall Abferkelstall Ferkelaufzucht Mast
Katzen Zugang zu den
Ställen? ja nein ja nein ja nein ja nein ja nein
125

Anhang
Liegen im Umkreis
andere Tierbestände ja nein
Wenn ja, welche?
(in einem Umkreis von ca. 1
km)
andere Einrichtungen in
einem Umkreis von ca. 1 km
Schweine Freiland Mast Zucht
Rinder Geflügel Pferde Schafe/Ziegen sonstige
TKBA Schlachthof Zerlege/Verarbeitungsbetrieb Mülldeponie
Kläranlage Krankenhaus Altenheim Ackerflächen Wald Biogas
Behandlungen/Impfungen Art Zeitpunkt
Sau
Impfungen
Ferkel
Mastschwein
Antiparasitäre Behandlungen
Umgang mit Kümmerern?
(Separate Haltung, Umgruppierung,
Euthanasie…)
Bestandsdaten
Mortalität (Jahresdurchschnitt)
Mastdauer, Mastleistung
Ferkel/ Sau und Jahr
Säugezeit in Tagen
Ferkelsterblichkeit in%
Wirkstoff Abk. Wirkstoff Abk. Wirkstoff Abk.
Ampicillin AMP Erythromycin ERY Spiramycin SPI
Amoxicillin AMX Florfenicol FLO Sulfonamide SUL
Apramycin APR Flumequin FMQ
Tetracycline
(inkl. CTC,OTC
Cefquinon CEQ Gentamicin GEN Tilmicosin TIL
Ceftiofur CEF Kanamycin KAN Tylosin TYL
Colistin COL Lincomycin LIN Tiamulin TIA
Enrofloxacin ENR Neomycin NEO Trimetoprim TRI
Andere Fluorchinolone FLU Spektinomycin SPC Trimetoprim-Sulfonamide TSX
TET
126

Anhang
Anlage 2: Bei der Probennahme verwendetes Material (Querschnitts- und
Longitudinalstudie)
Tabelle 35: Material Querschnittsstudie (Phase 1)
Material Hersteller
GO/ON Lasurpinsel, 9682205, Handelsgesellschaft für Baustoffe
Staubpinsel
GmbH & Co. KG, Lohne
Universalprobengefäß mit Löffel, PP 12ml, braun, steril,
Staubröhrchen
Nr. 080026004, nerbe plus GmbH, Winsen-Luhe
Amies Agar Gel Oxoid Transport Swabs, REF.: TS0001A,
Nasentupfer
Compan Italia S.p.A. I-25125 Bresica
Latex-Handschuhe NOBA Verbandmittel Danz GmbH u. Co. KG, Wetter
Überziehstiefel
PE Stiefelüberzug, HELE GmbH; Heilbronn
Tabelle 36: Material Longitudinalstudie (Phase 2)
Material Hersteller
Ohrmarken
Primaflex Ohrmarken (Größe 0), 006-002,
Caisley International GmbH, Bochold
Ohrmarkenzange
Primaflex Ohrmarkenzange 006-056,
Caisley International GmbH, Bochold
Sockentupfer
PP-16-Schuhschutz, weiß, aus PP-Fließstoff; Höhe: 16cm,
Größe: 38; 0104805, finnimport GmbH, Hamburg
Transportbeutel
Stomacher lab system, BA 6041/CLR closure bags, Seward Ltd.,
West Sussex
Staubpinsel
GO/ON Lasurpinsel, 9682205, Handelsgesellschaft für Baustoffe
GmbH & Co. KG, Lohne
Staubröhrchen
Universalprobengefäß mit Löffel, PP 12ml, braun, steril,
Nr. 080026004, nerbe plus GmbH, Winsen-Luhe
Nasentupfer
Amies Agar Gel Oxoid Transport Swabs, REF.: TS0001A,
Compan Italia S.p.A. I-25125 Bresica
Latex-Handschuhe NOBA Verbandmittel Danz GmbH u. Co. KG, Wetter
Überziehstiefel
PE Stiefelüberzug, HELE GmbH; Heilbronn
127

Anhang
Anlage 3: Material zur kulturellen und biochemischen Untersuchung der
Nasentupfer- und Umgebungsproben
∞ Kulturelle Untersuchung
Geräte
Analysewaage
Brutschrank
Einkanalpipette
Laborkühlschrank
Magnetrührer mit Heizung
Pipettenspitzen
Reaktionsgefäße
Rondoflame
Schüttler
BP 610, Fa. Sartorius, Göttingen
Modell BM 800, +36°C, Memmert, Schwabach
Eppendorf Reference autoclavable, Eppendorf
AG, Hamburg
FKS 3600, +6°C, Fa. Liebherr
IKAMAG RCT, Staufen
Ultratip 686295, greiner bio-one, Frickenhausen
Rotilabo EA84.1, Carl Roth GmbH & Co. KG,
Karlsruhe
Rondoflame, Fa. Tecnomara/ INTEGRA
Biosciences GmbH, Fernwald
Vortexer, VWR International, Darmstadt
VF2, Janke & Kunkel IKA-Labortechnik, Staufen
Chemikalien
Aqua dest.
Aztreonam
Bacillol AF
Bromphenolblau-Natriumsalz
Cefoxitin
Cryobank
Desinfektionsmittel
NaCl
TE-Puffer
Tween 20
Eigene Herstellung
Nr. A 6848, 50 mg, Fa. Sigma, Taufkirchen
Bode Chemie, Hamburg
Nr. 1.11746, Fa. Merck, Darmstadt
C 4786, 250mg, Fa. Sigma, Taufkirchen
Nr. 291703, 2ml, Mast Diagnostika
Laboratoriumspräparate GmbH, Reinfeld
FL-des GA forte, Desintec/ AGRAVIS Raiffeisen
Nr. 1.06404, Fa. Merck, Darmstadt
Eigene Herstellung
P 1379, Fa. Sigma, Taufkirchen
128

Anhang
Nährmedien
CHROMagar MRSA Fertigplatte
Columbia Blutagar
Müller-Hinton-Bouillon-Pulver
Trypton-Soja-Bouillon (CASO)
Transporttupfer in Amies Agar Gel
Nr. 201402, Fa. Mast Diagnostika
Laboratoriumspräparate GmbH, Reinfeld
Fa. Oxoid, Wesel
Nr.cm0405 B, Fa. Oxoid, Wesel
Nr. 1.05459, Fa. Merck, Darmstadt
Nr. TS 0001 A, steril, Fa. Oxoid, Wesel
∞ Biochemische Bestätigungsreaktionen
Reagenzien
Katalase
H 2 O 2 aus eigener Herstellung
Oxidase
Oxidase Reagent REF 55635, Fa. bioMérieux,
Nürtingen
Koagulase
Microbiology Bactident Coagulase, Fa. Merck,
Darmstadt
129

Anhang
Anlage 4: Material für die molekularbiologische Diagnostik
Geräte
Elektrophorese-Kammer und Trafo
Fotokammer mit UV-Licht
Gefrierschrank
Thermocycler
Thermomixer
Zentrifuge
Sub Cell Modell 96, Bio-Rad Laboratories
GmbH, München
Model Light Cabinet, Biotec-Fischer GmbH,
Reiskirchen
Modell HFU 486 Basic, -72°C, Kendro,
Langenselbold
Mastercycler ep Gradient S, Eppendorf AG,
Hamburg
Thermomixer comfort, Eppendorf AG, Hamburg
Modell 5424, Eppendorf AG, Hamburg
Chemikalien
Agarose
DNA Ladder
EDTA
Ethidiumbromid
Gelladepuffer
Glycerin
LiChrosolv-Wasser
Lysispuffer
N Acetyl-L-Cystin
Proteinase K
Macro-Abgarose AG-0400/b, ABgene Thermo
Scientific, Hamburg
AG, Münster
Nr. 11062590001, DNA-Molekular Weight
Marker VI, 0,15 – 2,1kbp, Fa. Roche Diagnostica,
Mannheim
Titriplex III, Nr. 1.08418, Fa. Merck, Darmstadt
Nr. 1.11608.0030, 1%-ige Lösung, Fa. Merck,
Darmstadt
Eigene Herstellung
Nr. 1.04094, Fa. Merck, Darmstadt
Nr. 1.15333, Fa. Merck, Darmstadt
Eigene Herstellung
A 7250, Fa. Sigma, Taufkirchen
P 2308, Fa. Sigma, Taufkirchen
TAE-Puffer
Nr. 1.06023, 10-fach pH 8,3, Fa. Merck,
Darmstadt
130

Anhang
PCR-Primer
mecA up1 und mecA up2
Primer-Sequenzen:
Amplikongröße:
nuc PCR1 und nuc PCR2
Primer-Sequenzen:
Amplikongröße:
Meabion International AG, Planneg-Marinsried
5`-GGG ATC ATA GCG TCA TTA TTC-3`
5`-AAC GAT TGT GAC ACG ATA GCC-3`
527 bp
Mebabion Inernational AG, Planneg-Martinsried
5`-TCA GCA AAT GCA TCA CAA ACA-3`
5`-CGT AAA TGC ACT TGC TTC AGG-3`
255 bp
Verwendete Software
Alpha Imager
Biotec-Fischer GmbH, Reiskirchen
131

Danksagung
Mein besonderer Dank gilt…
… Herrn Prof. Dr. Thomas Blaha für die Überlassung des interessanten Themas und die
herzliche Betreuung sowie für das mir entgegengebrachte Vertrauen und den gewährten
Freiraum.
…Dr. Diana Meemken für die hilfreichen Ratschläge, Korrekturen und die immer entspannte
und freundliche Atmosphäre.
…Herrn Professor Dr. Albert Sundrum und Frau Dr. Christina Werner für die Unterstützung
bei der Auswahl der Untersuchungsbestände und für die angenehme Zusammenarbeit im
Rahmen des Projekts.
…Herrn Dr. Hendrik Sommer für die zuverlässige Unterstützung bei der Probennahme in den
Beständen und die gute Zusammenarbeit.
…Frau Dr. Alexandra Fetsch, BfR Berlin, für die Typisierung der übersandten MRSA-Stämme.
…Dr. Birgit Brockers für die Einführung in die Laborarbeit, für ihren besonderen Einsatz und
ihre Hilfsbereitschaft bei der Projektorganisation.
…allen Mitarbeitern der Außenstelle für Epidemiologie in Bakum, die mich stets freundlich
aufgenommen haben.
… Frau Mechthild Sieve für die große Unterstützung bei der Probenbearbeitung.
…Vitus Buntenkötter, für die Übernahme des Probenversands zum BfR.
…Uwe König, für die große Hilfe in Format-Fragen.
… Eva-Maria Bügener, für ihre gute Laune und den sozialen Beistand.
…allen Landwirten und ihren Familien, für ihre Teilnahme am Projekt.

… Christoph, für seine große Hilfe, sein Verständnis in einer stressigen Zeit
und für alles, was er für mich getan hat.
…meinen lieben Eltern, für ihre wertvolle Unterstützung auf meinem Weg.