Vorbesprechung 1. Tag - Mikrobiologie und Weinforschung
Vorbesprechung 1. Tag - Mikrobiologie und Weinforschung
Vorbesprechung 1. Tag - Mikrobiologie und Weinforschung
Sie wollen auch ein ePaper? Erhöhen Sie die Reichweite Ihrer Titel.
YUMPU macht aus Druck-PDFs automatisch weboptimierte ePaper, die Google liebt.
Mikrobiologische Anfängerübungen<br />
WS 2012/2013<br />
Institut für <strong>Mikrobiologie</strong> <strong>und</strong> <strong>Weinforschung</strong><br />
Johann-Joachim Becherweg 15<br />
55128 Mainz<br />
Arbeitsgruppe Prof. Dr. König
AG Prof. Dr. König<br />
AG Prof. Dr. Unden<br />
<strong>Mikrobiologie</strong> des Weines<br />
<strong>Mikrobiologie</strong> der Biogasbildung<br />
Aufbau <strong>und</strong> Funktion bakterieller<br />
Chemosensoren für Umweltreize<br />
<strong>Mikrobiologie</strong> der PHB-Synthese
Betreuungsleitung<br />
<strong>1.</strong> Woche: Katharina Cibis, Stephan Ahlert, Robbin Stantscheff<br />
2. Woche: Dr. Harald Claus, Julia Reuß, Esther Gasser<br />
3. Woche: AG Unden<br />
4. Woche: 14.00 - 16.00 Uhr AG Unden<br />
16.00 - 19.00 Uhr Anna Petri, Kristina Wirth, Magdalena Zuchowska<br />
Wissenschaftliche Hilfskräfte<br />
Dienstag:<br />
Mittwoch:<br />
Donnerstag:<br />
Viktor Schillberg, Kristina Michel<br />
Viktor Schillberg, Lena Kißling<br />
Lena Kißling
Gruppeneinteilung<br />
• Dieser Kurs: ca. 80 Teilnehmer in 35 Gruppen<br />
• Gruppen 5-11 sind 3er-Gruppen
Sitzordnung WS 2012/13, Dienstag, 78 TN<br />
8<br />
34 34 35 35<br />
4<br />
8<br />
33 33 32 32<br />
30 30 31 31<br />
Leiter C<br />
HiWi C<br />
19 19 18 18<br />
16 16 17 17<br />
12<br />
8<br />
29 29 28 28<br />
26 26 27 27<br />
HiWi D<br />
HiWi B<br />
15 15 14 14 13 13<br />
11 11 11 12 12 12<br />
12<br />
8<br />
25 25 24 24<br />
23 23 22 22<br />
21 21 20 20<br />
Leiter B<br />
Leiter A HiWi A<br />
10 10 10 9 9 9<br />
7 7 7 8 8 8<br />
6 6 6 5 5 5<br />
3 3 4 4<br />
12<br />
8<br />
1 1 2 2<br />
Kursvorbereitung: Armin Gneipel, Martina Schlander, Christiane Grünewald
Anwesenheitskontrolle
Sicherheit<br />
- Mitdenken<br />
- Kein Ethanol an der Flamme!<br />
- Kittel<br />
- Handschuhe als Schutz vor Färbelösungen<br />
- KEIN Essen/Trinken<br />
- Taschen in die Spinde (bringt Schlösser mit!)
Punktesystem<br />
Testatpunkte pro <strong>Tag</strong>: 0, 1+, 2+<br />
Summe der <strong>Tag</strong>e (1+2+3)* 2 / 3<br />
- Ergeben maximal 4 Punkte<br />
- Minimale Voraussetzung für Scheinvergabe: 1,5 Punkte<br />
Ein Fehltag mit Attest ist erlaubt.<br />
Nur nach RECHTZEITIGEM ABMELDEN! 06131-39-22662<br />
Die dadurch fehlenden Punkte müssen am 4. Kurstag durch eine<br />
individuelle Zusatzaufgabe erreicht werden.
Protokolle für Praxispunkte<br />
• Übungen zur Morphologie <strong>und</strong> Versuche zur Färbung<br />
werden wie folgt protokolliert:<br />
• Oben rechts: Name, Gruppe, Datum<br />
Überschrift: Versuch<br />
Organismus, Mikroskopische Einstellung, Zeichnung<br />
von den Betreuern abzeichnen lassen!
Abschlussklausur Bachelor Modul 7<br />
E-Klausur (in den Räumen des ZDV)<br />
Die Raumeinteilung finden Sie einen <strong>Tag</strong> vorher am schwarzen Brett<br />
des Instituts für <strong>Mikrobiologie</strong><br />
(Johann-Joachim Becherweg 15)<br />
22.02.2013, 07.45 Uhr - 10.00 Uhr (2 Parallelen)<br />
Anmeldung für Nicht-Kursteilnehmer erforderlich<br />
Klausureinsicht: 22.03.2013, 1<strong>1.</strong>00 – 12.00 Uhr<br />
Wiederholung.: 02.08.2013<br />
Klausureinsicht: 06.09.2013, 1<strong>1.</strong>00 – 12.00 Uhr<br />
Scheinausgabe<br />
1) Erfolgreiche Teilnahme an den Übungen (1,5 Praxispunkte)<br />
2) Bestehen der Klausur
Abschlussklausur für Diplomer, Lehramt, Bachelor 2003<br />
E-Klausur (in den Räumen des ZDV)<br />
Die Raumeinteilung finden Sie einen <strong>Tag</strong> vorher am schwarzen Brett<br />
des Instituts für <strong>Mikrobiologie</strong><br />
(Johann-Joachim Becherweg 15)<br />
16.1<strong>1.</strong>2012, 1<strong>1.</strong>00 Uhr - 1<strong>1.</strong>30 Uhr<br />
Anmeldung für Nicht-Kursteilnehmer erforderlich<br />
Klausureinsicht: 07.12.2012, 1<strong>1.</strong>00 – 12.00 Uhr<br />
Wiederholung.: 1<strong>1.</strong>0<strong>1.</strong>2013, 1<strong>1.</strong>00 - 1<strong>1.</strong>30 Uhr<br />
Klausureinsicht: 08.02.2013, 1<strong>1.</strong>00 – 12.00 Uhr<br />
Scheinausgabe<br />
1) Erfolgreiche Teilnahme an den Übungen (1,5 Praxispunkte)<br />
2) Bestehen der Klausur
Zeitplanung pro Kurstag<br />
• Überprüfung des Kenntnisstandes: 14.00 - 14.30 Uhr<br />
• <strong>Vorbesprechung</strong>: 14.30 - 15.30 Uhr<br />
• Experimente: 15.30 - 19.00 Uhr<br />
• 4. <strong>Tag</strong>: Klausurvorbereitung
• Überprüfung des Kenntnisstandes
Erster Praktikumstag
WS 2011/2012<br />
Im Praktikum eingesetzte Mikroorganismen<br />
<strong>1.</strong> Rhodospirillum rubrum<br />
2. Escherichia coli K12 (statt Pseudomonas aeruginosa) !<br />
3. Micrococcus luteus<br />
4. Saccharomyces cerevisiae (Bäckerhefe)<br />
5. Azotobacter chroococcum<br />
6. Bacillus cereus subsp. mycoides<br />
7. Escherichia coli K12<br />
8. Schizosaccharomyces pombe<br />
9. Pichia jadinii<br />
10. Mischung Saccharomyces cerevisiae + Rhodotorula rubra<br />
1<strong>1.</strong> Saccharomyces cerevisiae
I ) Lichtmikroskopie <strong>und</strong> Morphologie der<br />
Mikroorganismen
Lichtmikroskopie<br />
Lichtmikroskop Leitz Laborlux D.<br />
1) Binokularer Tubus mit Okularen<br />
2) Objektivrevolver mit Objektiven<br />
3) Kondensor<br />
4) Kondensorblende<br />
5) Zentrierschrauben zur<br />
Zentrierung des<br />
Leuchtfeldblendenbildes<br />
6) Phasenkontrast-<br />
Zentrierschrauben,<br />
7) Leuchtfeldblende<br />
Steinbüchel et al.
Strahlengang des Lichtmikroskopes<br />
Aperturblende<br />
Sammellinse<br />
Projektor, 8 Linsen<br />
Reelles Bild, seitenverkehrt<br />
Virtuelles Bild
Auflösungsvermögen<br />
= kleinster noch wahrnehmbarer Abstand d zwischen 2 punktförmigen Objekten<br />
d = / (A Obj. +A Kond. )<br />
: Wellenlänge [nm]<br />
A: numerische Apertur<br />
Was ist ein Maß für das Sammeln von Licht?<br />
Numerische Apertur = n · sin<br />
sin<br />
n<br />
Sinus des effektiven Öffnungswinkels <br />
(d.h. wieviel Licht kann ein Objektiv einfangen?)<br />
Brechungsindex des Mediums (Luft/ Öl)<br />
maximal möglicher Akzeptanzwinkel bei ca. 70 Grad:<br />
sin = 0,94<br />
Luft n = 1 Numerische Apertur = 1 · 0,94 = 0,94<br />
Öl n = 1,4 Numerische Apertur = 1,47 · 0,94 = 1,38
Ölimmersion<br />
Erhöht die Fähigkeit der Linse, Licht zu fokussieren<br />
bessere Auflösung<br />
Steigerung des Öffnungswinkels () durch Verwendung von Immersionsöl<br />
Steinbüchel et al.
Mikroskopieren mit dem Immersionsobjektiv<br />
Steinbüchel et al.<br />
Bsp.: Objektiv 100x Kondensor-Stellung 3 (Phasenscheibe 3)<br />
Gesamtvergrößerung = Produkt aus Objektiv <strong>und</strong> Okularlinse
Die Köhlersche Beleuchtung<br />
• übliche Methode einer Durchlichtanordnung<br />
• Bestandteile: Lichtquelle<br />
Leuchtfeldblende (7)<br />
Kondensorblende (4)<br />
Kondensor (3)<br />
• Abstimmung der Blendenabbildung<br />
<strong>und</strong> der Objektabbildung.<br />
• Vorgehensweise:<br />
- Objekt auflegen. 10er Objektiv verwenden.<br />
- Kondensorblende ganz öffnen.<br />
- Leuchtfeldblende halb schließen <strong>und</strong> zentrieren.<br />
- Rand der Leuchtfeldblende scharfstellen (Kondensor absenken).<br />
- Leuchtfeldblende wieder öffnen bis der Rand verschwindet.<br />
Streulicht entfernt
Amplitudenobjekte, Phasenobjekte<br />
z.B. gefärbte<br />
Bakterien<br />
z.B. ungefärbte<br />
Bakterien<br />
www.mikroskopie.de
Die Phasenverschiebung sichtbar machen<br />
www.mikroskopie.de
Bildentstehung (Phasenkontrast)<br />
• Die Grauplättchen dienen dazu, eine<br />
Phasenverschiebung des Hintergr<strong>und</strong>lichts<br />
hervorzurufen.<br />
• Das Licht, welches durch das Objekt läuft,<br />
hat bereits eine Phasenverschiebung <strong>und</strong><br />
wird nun geschwächt oder ausgelöscht.<br />
• Das Objekt erscheint dunkel auf hellem<br />
Hintergr<strong>und</strong><br />
= positiver Phasenkontrast<br />
Das Phasenkontrastmikroskop besitzt…<br />
<strong>1.</strong> Einen besonderen Kondensor:<br />
Die Aperturblende wird durch eine<br />
Ringblende ersetzt<br />
2. Besondere Objektive:<br />
in diesen befindet sich ein dunkler<br />
Phasenring
Bakterien- Morphologien<br />
Kokken<br />
z.B.: Micrococcus sp.<br />
Diplokokken<br />
z.B.: Streptococcus sp.<br />
Kokken in Ketten<br />
z.B.: Streptococcus sp.<br />
Kokken in Trauben<br />
z.B.: Staphylococcus sp.<br />
Kokken in Tetraden z.B:<br />
Sarcina sp.<br />
Steinbüchel et al.<br />
Stäbchen<br />
z.B.: Lactobacillus brevis,<br />
Escherichia sp.<br />
Spirillen<br />
z.B.: Spirillum sp.<br />
Vibrionen<br />
z.B.: Vibrio sp.
Weitere Zellmorphologien<br />
Kokkobacillus<br />
z.B.: Methanobrevibacter smithii [Archaeon]<br />
Spirochaeten<br />
z.B: Spirochaeta sp. [G-]<br />
Mycelbildung<br />
z.B.: Streptomyces griseus [G+]<br />
Gestielte Bakterien<br />
z.B.: Planctomyces maris [G-]<br />
Fruchtkörperbildung<br />
z.B.: Myxococcus fulvus [G-]<br />
Photo: Dr. William Hixon<br />
Unregelmäßige Formen<br />
z.B.: Thermoplasma sp. [Archaeon]
Bakterien<br />
Elektronenmikroskopische<br />
Aufnahme von Bacillus cereus<br />
ATCC 10987<br />
(T. Lindbäck, unpublished)<br />
Elektronenmikroskopische Aufnahme von<br />
Micrococcus sp.
Mikroalgen<br />
Chloroplasten<br />
10 µM<br />
Flagellen<br />
mikroskopische Aufnahme von Chlamydomonas reinhardtii
Hefen<br />
Candida albicans<br />
PYC: Mutterzelle<br />
H: Hyphe<br />
PH: Pseudohyphe<br />
S: Septum
Viren: Bakteriophage <br />
Transelektronenmikroskopische<br />
Aufnahme eines Bakteriophagen<br />
Schematische Darstellung eines <br />
Bakteriophagen
Aufbau einer Bakterienzelle<br />
Kombiniertes Längsschnittbild einer prokaryotischen Zelle
II ) Zellwandkomponenten –<br />
Gramfärbung <strong>und</strong> Vitalfärbung
Zellwand
Gram - vs Gram + n<br />
Gram + Gram -<br />
Lipopolysaccharid<br />
O-Polysaccharid<br />
Kernpolysaccharid<br />
Lipid A<br />
Äußere Membran<br />
Teichonsäure<br />
Lipoprotein<br />
(Lipo)Teichonsäure<br />
Peptidoglycan<br />
Membranproteine<br />
Cytoplasmamembran<br />
Porin<br />
Kursbeispiel<br />
Micrococcus luteus<br />
Kursbeispiel<br />
Escherichia coli
PG: Monomere <strong>und</strong> Querverknüpfung<br />
(1-4)-Bindung!<br />
Lysozymempfindlich!!<br />
GlcNAc MuNAc<br />
Penicillin
Lipopolysaccharid (LPS)<br />
• in äußerer Membran der Gram -<br />
n<br />
• 3 Teilbereiche<br />
• „Standardzucker“ im Kern<br />
• hochvariabel <strong>und</strong> repetitiv im O-spez. PS<br />
• oftmals endotoxisch<br />
GlcNAc<br />
KDO<br />
GlcN<br />
P<br />
n<br />
Glc<br />
Gal<br />
Gal<br />
Glc<br />
P<br />
7<br />
7<br />
P<br />
P<br />
7<br />
P<br />
O-spez. Polysaccharid Kernpolysaccharid Lipid A
Cytoplasmamembran : Bacteria<br />
80 Å<br />
• Glycerin mit Fettsäuren verestert<br />
- Myristinsäure (14 : 0)<br />
H 2 C<br />
1<br />
O<br />
O<br />
C<br />
O<br />
R<br />
- ß-Hydroxymyristinsäure<br />
HC<br />
2<br />
O<br />
C<br />
R<br />
- Palmitinsäure (16 : 0)<br />
H 2 COPO 3<br />
2-<br />
Abb.: Myristinsäure<br />
• ggf. Hopanoide (Eucaria: Sterine)
Einige Besonderheiten der Archaea<br />
1) Membranstruktur<br />
• Glycerin mit Etherbindung<br />
• Isoprenderivate statt FS<br />
• Tetraetherbindung kovalent<br />
=> Monolayer<br />
2) Zellwandstruktur<br />
• Pseudopeptidoglycan: [GlcNAc 1-3) NAcTalNA]<br />
• Lysozymunempfindlich!!<br />
• Manche statt PG/PPG Saccharide<br />
oder (Glyco-) Proteine<br />
• Häufig S-Layer<br />
GlcNAc<br />
CH 2 OH<br />
H<br />
O<br />
H<br />
H<br />
HO<br />
H<br />
O<br />
H NAc<br />
(1-3)<br />
O<br />
H<br />
H<br />
H<br />
CO<br />
H<br />
NAcTalNA<br />
Glu<br />
Ala<br />
Lys<br />
NAc<br />
H<br />
O H<br />
O
Tree of Life<br />
Bacteria Archaea Eucarya<br />
grüne Schwefelbakterien<br />
Spirochaeten<br />
Crenarchaeota<br />
Euryarchaeota<br />
Chlamydia<br />
Cyanobacteria<br />
Desulfolobus<br />
Extrem Halophile<br />
Tiere<br />
Pilze<br />
Prochlorophyten &<br />
Chloroplasten<br />
Sulfulobus<br />
z.B. Halobacterium salinum<br />
Pflanzen<br />
Gram +<br />
Flagellata<br />
Nanoarchaeota<br />
Proteobacteria<br />
Korarchaeota
Die 13 Reiche der Bacteria<br />
Planctomyces / Pirella<br />
Chlamydia<br />
Chlamydia trachomatis<br />
grüne Schwefel-<br />
Bakterien<br />
Chlorobium spec.<br />
Bacteroides<br />
Bacteroides fragilis<br />
Spirochaeten<br />
Borrelia spec.<br />
Treptonema spec.<br />
Cyanobacteria<br />
Anabaena spec.<br />
Chroococcus spec.<br />
grüne Nichtschwefel-<br />
Bakterien<br />
Chloroflexus spec.<br />
Gram +<br />
Micrococcus luteus<br />
Bacillus subtilis<br />
Staphylococcus aureus<br />
Lactobacillus acidophilus<br />
<br />
Neisseria meningitidis<br />
Escherichia coli<br />
<br />
Azotobacter chroococcum<br />
Proteus spec.<br />
Citrobacter fre<strong>und</strong>ii<br />
Enterobacter spec.<br />
<br />
Proteobacteria<br />
<br />
<br />
Heliobacter pylori<br />
Pseudomonas aeruginosa<br />
Rhodospirillum rubrum<br />
Agrobacterium tumefaciens<br />
Deinococcus &<br />
Thermus<br />
Thermotoga<br />
Thermodesulfobacterium<br />
Aquifex
Die Gramfärbung (2. Kurstag)<br />
A<br />
B<br />
C<br />
D<br />
A) hitzefixierten Ausstrich mit Gentianaviolett bedecken.<br />
B) Jodlösung auftragen <strong>und</strong> einwirken lassen.<br />
C) kurz mit Ethanol (96 %) entfärben.<br />
Gram-positive Zellen: violett; Gram-negative Zellen: farblos<br />
D) Gegenfärben mit Fuchsin.<br />
Gram-positive Zellen: violett; Gram-negative Zellen: rot
Gram-Färbung (Beispiele)<br />
Kursbeispiel<br />
Gram +<br />
Micrococcus luteus<br />
Gram -<br />
Kursbeispiel<br />
Escherichia coli
Vitalfärbung mit wässriger Methylenblau-Lösung<br />
Steinbüchel et al.<br />
• beruht auf Mangel an Zellwand-/Membranintegrität<br />
• Farbstoff kann in tote Zellen eindringen<br />
Lebende Zellen: nicht gefärbt.<br />
Tote Zellen: blau<br />
Kursbeispiel<br />
Saccharomyces cerevisiae
III ) Geißeln <strong>und</strong> Verankerung<br />
© TU Berlin
Geißeln <strong>und</strong> Pili (I)<br />
www.biologie.uni-erlangen.de<br />
• Nur gefärbt oder im EM sichtbar<br />
• Gerichtete Fortbewegung mit Taumel <strong>und</strong> Lauf<br />
• Anordnung:<br />
- peritrich (r<strong>und</strong>herum)<br />
- polar<br />
- lophotrich (in Bündeln)<br />
Haken<br />
E. coli im EM (26.000x)<br />
n<br />
L-Ring<br />
www.microbiologyprocedure.com<br />
• Verankerung über Basalkörper <strong>und</strong><br />
Proteinringe in der Zellwand<br />
PG<br />
Basalkörper<br />
P-Ring<br />
S-M-Ring
Geißeln <strong>und</strong> Pili (II)
IV ) Sporenbildung <strong>und</strong> -färbung
Sporenbildung (I)<br />
• Endospore als Überdauerungsform<br />
- ACHTUNG! Sporen der Pilze ist Vermehrungsstadium!<br />
• Beispielorganismen<br />
- Bacillus sphaericus (Kurs)<br />
- Clostridium spec.<br />
- Sporosarcina spec.<br />
- Paenibacillus spec.<br />
• Bedingungen zur Sporulation<br />
- schlechte Umweltbedingungen<br />
- hohe Zellzahl (quorum sensing)<br />
- nahezu abgeschlossene Replikation<br />
• Im Phasenkontrast sichtbar<br />
• Sporen nutzbar als Insektizid
Sporenbildung (II)<br />
feuchte, vegetative Zelle<br />
Sporulierung<br />
trockene, resistente, inaktive Spore<br />
Exosporium<br />
dünne Proteinschicht<br />
Sporenhülle(n)<br />
sporenspez. Proteine<br />
Cortex<br />
Peptidoglycan<br />
Core-Wand<br />
Core<br />
Core-Wand + Nucleoid<br />
+ Cytoplasmamembran<br />
+ Cytoplasma<br />
Core-Eigenschaften<br />
• Dipicolinsäure<br />
-<br />
OOC N COO - Ca 2+ -<br />
OOC N COO -<br />
• dehydratisiert: 30% H 2 O<br />
• niedriger pH<br />
• SASP‘s<br />
- binden DNA (UV-Schutz)<br />
- C- & Energiequelle für Keimung<br />
trockene, resistente, inaktive Spore<br />
Keimung<br />
feuchte, vegetative Zelle<br />
Hitzeeinwirkung<br />
3 Stadien: <strong>1.</strong> Aktivierung<br />
2. Keimung gute Umwelt? Abbau der SASP‘s<br />
3. Auswachsen Regeneration vegetativer Zelle
Steinbüchel et al.
Sporen<br />
1 Spore zentral B. megaterium<br />
2 Spore terminal mit Protein-Einschlusskörper B. thuringiensis<br />
3 Spore terminal; Zelle keulenförmig aufgetrieben B. macerans<br />
4 Spore zentral; Zelle spindelförmig aufgetrieben B. polymyxa<br />
5 Spore terminal, r<strong>und</strong>; Zelle trommelschlegelförmig aufgetrieben B. sphaericus<br />
6 Spore lateral; Zelle spindelförmig aufgetrieben B. laterosporus<br />
B. thuringiensis als mikrobiologisches Insektizid (Bt-Toxin) zur Schädlingsbekämpfung
Sporen<br />
e = Endospore<br />
c = parasporaler Kristall<br />
c<br />
B. thuringiensis: terminal mit Bt-Toxin-Einschlusskörper als parasporalem Kristall<br />
Bobrowskia V. L., Pasqualib G., Bodanese-Zanettinic M. H., Pintod L. M. N., Fiuzad L. M. (2002)
Sporen-Färbung<br />
Modifikation des Skripts: Standard I Agar statt Sporenmedium verwendet<br />
Bacillus megaterium<br />
Quelle: Dr. Gary Kaiser<br />
Triphenylmethan-Farbstoffe<br />
Triphenylmethan Kristallviolett Malachitgrün<br />
(Quelle: Organische Chemie, Universität Regensburg)<br />
Gegenfärbung: Safranin
V ) Kapseln <strong>und</strong> Kapseldarstellung
Kapseldarstellung<br />
Tusche-Präparat bekapselter Pneumokokken<br />
Kolonien von<br />
Beijerinckia indica
Kapselbildung/Glycocalyx<br />
• Im Kurs: Tuschefärbung von Azotobacter chroococcum<br />
• Schutz vor Phagocytose oder Austrocknung<br />
• Bildung von Exopolysacchariden aus Saccharose<br />
Streptococcus mutans<br />
Leuconostoc mesenteroides<br />
Steinbüchel et al.<br />
Tuschefärbung<br />
kapselbildender Bacteria<br />
www.textbookofbacteriology.net
Strukturformel von Dextran<br />
- Hauptkette: -1,6-glycos.<br />
- Seitenkette: -1,3-glycos.<br />
Anwendungen von Dextran<br />
Steinbüchel et al.
VI ) Reservestoffe
Einschlüsse & Reservestoffe<br />
• Polyphosphatgranula<br />
(Kurs: alkoholische Methylenblaulösung,<br />
Schizosaccharomyces sp.)<br />
Methanolobus tindarius<br />
• Lipide: Poly(3HB), Triglyceride (Kurs: Pichia jadinii)<br />
Ralstonia eutropha<br />
Steinbüchel et al.<br />
• Elementarschwefel<br />
PHB<br />
• Glycogen<br />
Azotobacter chroococcum P(3HB)<br />
Chromatium buderi
Lipid-Färbung (I)<br />
im Kurs<br />
Steinbüchel et al.
Lipid-Färbung (II)<br />
Poly(3HB)-produzierende Zellen<br />
Steinbüchel et al.<br />
• Ralstonia eutropha auf<br />
Speichermedium nach<br />
Anfärbung mit Sudanschwarz.<br />
• Poly(3HB)-produzierende Zellen (oben)<br />
• Negativmutante (unten)
Lipid-Färbung (IV)<br />
Pellets aus bakteriellem Poly(3HB)<br />
• Eigenschaften ähnlich Polypropylen (PP)<br />
• „Biokunststoff“ (biologisch Abbaubar)<br />
Steinbüchel et al.
Lipid-Färbung (V)<br />
Anwendungen von Poly(3HB)<br />
Steinbüchel et al.<br />
Pappbecher, mit einer Beschichtung aus Biopol<br />
Einwegrasierer
VII ) Giemsa-Färbung (nicht im Kurs)<br />
Roitt I., 1998
Giemsa-Färbung:<br />
Anfärbung von DNA, insbesondere Zellkerne von Eukaryoten:<br />
• in histologischen Präparaten<br />
• in Blut- <strong>und</strong> Knochenmarksausstrichen<br />
www.tk.de/rochelexikon/pics/p1358<strong>1.</strong>000-<strong>1.</strong>html<br />
Giemsa-Färbung eines Blutausstrichs<br />
Wheater/Burkitt/Daniels: Funktionelle Histologie; 2. Aufl.; München 1987
VIII ) steriles Arbeiten<br />
http://derstandard.at/1577837084295/Kuenstliche-Haut-Im-Welthautlabor
Steriles Arbeiten<br />
Entnahme von Impfmaterial aus einem Kulturröhrchen.<br />
Steinbüchel et al.
Färbungen (Kursauswahl)<br />
Methylenblau-Färbung<br />
Kapseldarstellung<br />
<strong>Tag</strong> 1<br />
Sporen-Färbung<br />
Volutin-Färbung<br />
Gram-Färbung<br />
Lipid-Färbung<br />
<strong>Tag</strong> 2
Anfängerübungen <strong>Mikrobiologie</strong><br />
<strong>Tag</strong> 1<br />
<strong>1.</strong> Phasenkontrastmikroskopie<br />
‣ Organismen: Nr. 1 Rhodospirillum rubrum<br />
Nr. 2 Escherichia coli K12<br />
Nr. 3 Micrococcus luteus<br />
2. Methylenblau-Färbung<br />
‣ Organismus: Nr. 4 Saccharomyces cerevisiae<br />
3. Kapseldarstellung<br />
‣ Organismus: Nr. 5 Azotobacter chroococcum<br />
4. Sporenfärbung<br />
‣ Organismus: Nr. 6 Bacillus sp.
Anfängerübungen <strong>Mikrobiologie</strong><br />
<strong>Tag</strong> 1<br />
15 min Pause<br />
Experimente (bis 19:00 Uhr)
Aufräumen nicht vergessen…<br />
• Alle Arbeitsmaterialien müssen für den nächsten Kurs<br />
SAUBER zur Verfügung stehen<br />
• Färbewannen:<br />
Färbelösungen in Behälter für organischen Abfall<br />
ZUERST mit 100%igen Ethanol ausspülen<br />
Mit Wasser säubern <strong>und</strong> gründlich auswischen<br />
• Tisch abwischen, alle Materialien zurück in die Kiste<br />
stellen
Change language