Abschlussbericht des Forschungsprojektes

Zuwendungsempfänger: 

Forschungsinstitut Senckenberg 

Vorhabensbezeichnung: 

Abschlussbericht 2. Projektjahr 

Förderkennzeichen: O 4.02 

Standardisierung der Erfassungs- und Auswertungsmethoden von Makrozoobenthosuntersuchungen 

in Fließgewässern 

Laufzeit des Gesamtvorhabens: 01.04.2002 - 31.01.2004 

Berichtszeitraum: 01.04.2002 - 31.01.2004 

Bearbeiter: 

Peter Haase 

Andrea Sundermann 

Forschungsinstitut Senckenberg 

Forschungsstation für Mittelgebirge 

Lochmühle 2 

63599 Biebergemünd 

In Kooperation mit 

Christian Feld, Armin Lorenz, Peter Rolauffs und Daniel Hering 

(Universität Duisburg-Essen) 

Biebergemünd, Januar 2004

Forschungsinstitut Senckenberg Forschungsstation für Mittelgebirge 

Inhalt 

1 Einleitung und Ziele............................................................................................................. 1 

2 Methodenbeschreibungen.................................................................................................... 3 

2.1 Protokoll nach AQEM/STAR für Bäche und Flüsse ....................................................... 3 

2.1.1 Aufsammlung........................................................................................................... 3 

2.1.2 Sortierung der Proben nach AQEM/STAR.............................................................. 5 

2.2 Protokoll nach RIVPACS................................................................................................. 7 

2.2.1 Aufsammlung........................................................................................................... 7 

2.2.2 Sortierung der Proben nach RIVPACS .................................................................. 10 

2.3 Lebendverfahren............................................................................................................. 12 

2.3.1 Lebend-Sortierung.................................................................................................. 12 

3 Entwicklung einer standardisierten Methodik und 

Methodenvergleichsuntersuchungen................................................................................ 13 

3.1 Ermittlung von Mindestindividuenzahlen von Makrozoobenthosproben zur 

Fließgewässerbewertung ................................................................................................ 13 

3.1.1 Datengrundlage und Methodik der elektronischen Unterprobennahme ................ 13 

3.1.2 Ergebnisse der elektronische Unterprobennahme .................................................. 15 

3.1.3 Schlussfolgerungen ................................................................................................ 16 

3.2 Vergleich verschiedener Gesamtprotokolle ................................................................... 17 

3.2.1 Ergebnisse des Vergleichs der Gesamtprotokolle.................................................. 17 

3.3 Die AQEM/STAR-Methode (Aufwand und Ergebnisse) .............................................. 20 

3.3.1 Modifikation der AQEM/STAR-Methode............................................................. 21 

3.4 AQEM/STAR-Sortierung im Vergleich mit anderen Sortiertechniken ......................... 25 

3.4.1 Methodenvergleich der RIVPACS- und AQEM/STAR-Sortierung .................. 26 

3.4.2 Methodenvergleich der Lebend- und AQEM/STAR-Sortierung....................... 30 

3.4.3 Zusammenfassung des Sortiermethodenvergleiches.............................................. 36 

3.5 Fazit der Methodenvergleichsuntersuchungen............................................................... 36 

4 Vorschlag einer standardisierten Methodik .................................................................... 41 

4.1 Aufsammlungsmethode nach AQEM/STAR für Bäche und Flüsse .............................. 41 

4.1.1 Wahl des Probennahmezeitpunktes........................................................................ 41 

4.1.2 Auswahl der Probestelle......................................................................................... 41 

4.1.3 Beschreibung der Probennahme............................................................................. 41 

4.1.3.1 Technische Ausstattung für die Probennahme................................................ 42 

4.1.3.2 Kartierung der Habitate und Festlegung der Teilproben................................. 43 

4.1.3.3 Probennahme................................................................................................... 47 

4.1.3.4 Aufarbeitung der Benthosprobe im Gelände (Reduzierung des 

Probenvolumens)............................................................................................. 48 

Methodenstandardisierung Makrozoobenthos I


4.1.3.5 Aussuchen der Einzelexemplare ..................................................................... 49 

4.1.3.6 Konservierung und Lagerung der Proben ....................................................... 50 

4.1.3.7 Weitergehende Reduktion des Probenmaterials im Gelände (optional)......... 51 

4.1.3.8 Aufsammlung von weiteren Organismen (optional)........................................ 52 

4.1.4 Aufarbeitung und Unterprobennahme im Labor.................................................... 52 

4.1.4.1 Technische Ausstattung................................................................................... 53 

4.1.4.2 Entnahme der Unterprobe ............................................................................... 54 

4.1.4.3 Abtrennen der Grobfraktion im Labor ............................................................ 55 

4.1.4.4 Modifikation bei vorausgegangener Reduktion des Materials im Gelände 

(Abschnitt 4.1.3.7) ........................................................................................... 55 

4.1.4.5 Sortieren der Unterprobe................................................................................. 56 

4.1.4.6 Bestimmung der Organismen.......................................................................... 57 

4.1.5 Aufarbeitung der Taxalisten und Auswertung der Daten....................................... 57 

4.2 Bestandsaufnahme Makrozoobenthos größerer Flüsse und Ströme .............................. 58 

5 Operationelle Taxaliste als Mindestanforderung an die Bestimmung von 

Makrozoobenthosproben aus Fließgewässern zur Umsetzung der EU- 

Wasserrahmenrichtlinie in Deutschland.......................................................................... 59 

5.1 Einleitung und Definition............................................................................................... 59 

5.2 Bedeutung....................................................................................................................... 60 

5.3 Allgemeine Anmerkungen zur Bestimmung.................................................................. 61 

5.4 Kriterien und Vorgehensweise für die Entwicklung der Taxaliste ................................ 61 

5.5 Aufbau der Taxaliste ...................................................................................................... 62 

5.6 Anwendung der Taxaliste............................................................................................... 62 

5.7 Anmerkungen zur Taxaliste ........................................................................................... 63 

5.8 Abschließende Anmerkungen ........................................................................................ 80 

6 Bestimmungsschlüssel........................................................................................................ 81 

6.1 Plecoptera....................................................................................................................... 81 

6.2 Diptera............................................................................................................................ 81 

6.3 Ergänzung Ephemeroptera (Rhithrogena) ..................................................................... 81 

6.4 Ergänzung Turbellaria.................................................................................................... 82 

7 Zusammenfassung.............................................................................................................. 83 

8 Dank..................................................................................................................................... 86 

9 Literatur.............................................................................................................................. 87 

Anhang + CD-ROM 

Methodenstandardisierung Makrozoobenthos II


Abbildungsverzeichnis 

Abb. 3.1: Schema der computergestützten elektronischen Unterprobennahme. Das Kür- 

zel „EQIM“ kennzeichnet den multimetrischen Index. 14 

Abb. 3.2: Spannweiten des Faunaindex, des multimetrischen Index (EQIM) und des 

Saprobienindex (SI) für eine Probestelle des Gewässertyps „Silikatische Mittel- 

gebirgsflüsse“ (Typ 9) in Abhängigkeit von der Stichprobengröße. 15 

Abb. 3.3: Abweichungen der Taxazahl, des SI, des Faunaindex und des multimetrischen 

Index (EQIM) von den jeweiligen Bezugswerten der vollständig sortierten Pro- 

ben für den Gewässertyp „Silikatische Mittelgebirgsflüsse“ (Typ 9). 16 

Abb. 3.4: MMI-Ergebnisse des Gesamtprotokollvergleichs von AQEM/STAR-Gesamt 

und RIVPACS (jeweils Probennahme und Sortierung). 18 

Abb. 3.5: Bewertungsergebnisse der Sortiervarianten des AQEM/STAR-Protokolls. 

Aufgetragen sind jeweils die MMI-Werte für AQEM/STAR-Gesamt, 

AQEM/STAR-Grobfraktion und AQEM/STAR-Feinfraktion nach Proben für 

die jeweiligen Gewässertypen. 23 

Abb. 3.6: Mittlere prozentuale Abweichung der „Core Metric“-Ergebnisse der A- 

QEM/STAR-Grobfraktion und der RIVPACS-Sortierung von AQEM/STAR- 

Gesamt (getrennt nach Gewässertyp). 27-28 

Abb. 3.7: Bewertungsergebnisse nach Sortiermethoden. Aufgetragen sind jeweils die 

MMI-Werte für AQEM/STAR-Gesamt, AQEM/STAR-Grobfraktion und RIV- 

PACS-Sortierung nach Proben für die jeweiligen Gewässertypen. 29 

Abb. 3.8: Mittlere prozentuale Abweichung der „Core Metric“-Ergebnisse der A- 

QEM/STAR-Grobfraktion und der Lebend-Sortierung von AQEM/STAR- 

Gesamt (getrennt nach Gewässertyp 32-33 

Abb. 3.9: Bewertungsergebnisse nach Sortiermethoden. Aufgetragen sind jeweils die 

MMI-Werte für AQEM/STAR-Gesamt, AQEM/STAR-Grobfraktion und Le- 

bend-Sortierung nach Proben für die jeweiligen Gewässertypen. 34 

Abb. 4.1: Beispiel vorgedruckter Etiketten zur Beschriftung der Einzelexemplare bzw. 

des Probenmaterials. 42 

Abb. 4.2: Beispiel eines im Rahmen der Habitatkartierung ausgefüllten Feldprotokolls. 43 

Abb. 4.3: Beispielhafte Verteilung der Teilproben im Gewässer paritätisch zu den vor- 

handenen Substrattypen. 44 

Abb. 4.4: Ausleseschale zur Unterprobennahme: Gegittertes Sieb in Weißschale mit 

Ausstechrahmen und „Löffel“. 52 

Abb. 4.5: Unterprobennahme im Labor. 52 

Methodenstandardisierung Makrozoobenthos III


Tabellenverzeichnis 

Tab. 3.1: Datengrundlage für die computergestützte elektronische Unterprobennahme. 14 

Tab. 3.2: Durchschnittlicher Zeitaufwand für die Bearbeitung einer AQEM/STAR- 

Unterprobe. 20 

Tab. 3.3: Durchschnittliche Individuen- und Taxazahlen für eine AQEM/STAR- 

Unterprobe. 20 

Tab. 3.4: Arbeitsaufwand sowie Individuen- und Taxazahlen von Grob- und Feinfraktion 

einer Unterprobe (AQEM/STAR-Methodik). 21 

Tab. 3.5: Zeitaufwand zur Bearbeitung der verschiedenen Fraktionen einer 

AQEM/STAR-Unterprobe. 22 

Tab. 3.6: Vergleich der Sortiervorschriften nach AQEM/STAR und RIVPACS. 26 

Tab. 3.7: Sortiervorschriften nach AQEM/STAR im Vergleich mit der Lebend- 

Sortierung. 30 

Tab. 3.8: Übersicht wichtiger Eckdaten zum Sortiermethodenvergleich. 35 

Tab. 3.9: Aufwand und Kosten verschiedener (Sortier-) Methoden. 37 

Tab. 4.1: Übersicht über die zu entnehmenden Anteile des Materials vom Unterproben- 

Sieb in Abhängigkeit von einer vorausgehenden Reduzierung des Materials im 

Gelände. 55 

Tab. 5.1: Auszug aus der Taxaliste. 61 

Tab. 7.1: Übersicht zu dem Sortiermethodenvergleich. 83 

Methodenstandardisierung Makrozoobenthos IV


1 Einleitung und Ziele 

Die Bewertung von Fließgewässern gemäß den Vorgaben der EU-Wasserrahmenrichtlinie 

(EU-WRRL) stützt sich in viel stärkerem Maße als bisher auf biologische Komponenten. Zu 

letzteren gehört neben Fischen und der aquatischen Flora auch das Makrozoobenthos. 

Im Hinblick auf das Makrozoobenthos haben bisherige Erfahrungen gezeigt, dass Proben- 

nahme und -auswertung oftmals eng an die fachlichen Kenntnisse und Vorlieben der Bearbei- 

ter gekoppelt sind. So gibt es allein in Deutschland verschiedenste Verfahren zur Entnahme 

von Makrozoobenthosproben aus Fließgewässern (z.B. flächenbezogene Verfahren, zeitbezo- 

gene Verfahren). Hinzu kommt, dass auch bei der Bestimmung der Organismen sehr unter- 

schiedliche Ergebnisse erzeugt werden. So werden Taxagruppen, mit denen ein Bearbeiter 

vertraut ist, intensiver und qualitativ hochwertiger bearbeitet als die übrigen Gruppen. 

Insgesamt können durch unterschiedliche Erfassungs- und Auswertungsmethoden an ein und 

derselben Probestelle sehr unterschiedliche Taxalisten entstehen. Für die biologische Gewäs- 

serbewertung sind solch heterogene Taxalisten unbrauchbar, da sie nicht ausschließlich die 

Unterschiede der Untersuchungsgewässer, sondern auch die unterschiedliche Herangehens- 

weisen der Bearbeiter widerspiegeln. Für die Zwecke der EU-WRRL ist es aber zwingend 

erforderlich, gleichartige (standardisierte) Datensätze zu verwenden, da die Anwendbarkeit 

und Aussagekraft der neu entwickelten Bewertungsverfahren auf Unterschiede in den Gewäs- 

sern und nicht auf Unterschiede der Methoden geeicht ist. 

Eine wesentliche Voraussetzung für den Erhalt einheitlicher Makrozoobenthosdaten ist eine 

Methodenstandardisierung, die sich auf die folgenden Bereiche erstreckt: 

• Standardisierung der Aufsammlungstechnik 

• Standardisierung der Probenaufbereitung (Unterprobennahme, Sortierung) 

• Standardisierung der Probenauswertung (Bestimmung der Taxa) 

Durch eine solche Standardisierung werden die Daten zudem überprüfbar. D.h., ein wesentli- 

cher und bisher hoch variabler Schritt bei der Bewertung von Fließgewässern wird hierdurch 

transparent, reproduzierbar und damit einer Qualitätssicherung zugänglich. Gerade Fragen der 

Qualitätssicherung werden im Zusammenhang mit der Umsetzung der EU-WRRL eine zu- 

nehmende Bedeutung erhalten, da im großen Maßstab biologische Daten erzeugt werden, die 

wiederum mit dem Einsatz nicht unerheblicher Finanzmittel verbunden sind. 

Zentrales Ziel dieses Projektes war die Entwicklung standardisierter Methoden zur Aufsamm- 

lung, Aufbreitung und Auswertung von Makrozoobenthosproben aus Fließgewässern vor dem 

Hintergrund der EU-WRRL. 

Methodenstandardisierung Makrozoobenthos 1


Hierfür wurden eine Reihe verschiedener vergleichender Untersuchungen durchgeführt. Ne- 

ben der Aussageschärfe der getesteten Varianten spielte auch ihr (zeitlicher) Aufwand und 

damit verbunden ihre Kosten eine wesentliche Rolle. 

Zudem wurde für die Zwecke der EU-WRRL eine umfangreiche Operationelle Taxaliste ent- 

wickelt sowie einzelne neue Bestimmungsschlüssel erstellt. 



2 Methodenbeschreibungen 

2.1 Protokoll nach AQEM/STAR für Bäche und Flüsse 

2.1.1 Aufsammlung 

Kartierung des Gewässers 

Zunächst wurde eine Kartierung der Habitate des Gewässers durchgeführt. Die Ergebnisse der 

Kartierung wurden im Feldprotokoll (siehe Anhang) festgehalten. Die Anteile der im Feldpro- 

tokoll aufgeführten Substrattypen (organische und mineralische Substrate) wurden im Bereich 

der Probestelle in 5%-Stufen abgeschätzt und notiert. Die Summe des Deckungsgrades aller 

Substrattypen musste 100% ergeben. Das Vorkommen von Substrattypen mit weniger als 5% 

Deckungsgrad wurde notiert, jedoch blieben diese Substrattypen bei der späteren Probennah- 

me unberücksichtigt. Basierend auf der Deckungsgrad-Abschätzung wurde die Zahl der Teil- 

proben in den einzelnen Substrattypen bestimmt. Auf jeweils 5% Deckungsgrad eines Sub- 

strattyps entfiel eine Teilprobe, die Gesamtzahl der Teilproben betrug 20. Die beispielhafte 

Verteilung der Teilproben im Gewässer, sowie ein Muster des ausgefüllten Feldprotokolls ist 

in Abschnitt 4.1.3.2 zu finden. Bei der Verteilung der Teilproben im Gewässer wurden weite- 

re Kriterien berücksichtigt, die ebenfalls in Abschnitt 4.1.3.2 aufgeführt sind. 

Probennahme 

Die Beprobung erfolgte grundsätzlich entgegen der Fließrichtung beginnend am untersten 

Ende des zu beprobenden Gewässerabschnittes und endete am obersten Abschnitt. Für die 

Entnahme einer Teilprobe wurde eine Fläche von 0,25 x 0,25 m bearbeitet. Dabei wurde der 

Kescher (Maschenweite 500 µm) senkrecht zum Gewässerboden aufgesetzt und das Substrat 

in Fließrichtung vor dem Kescher mit den Fuß aufgewirbelt (Kicksampling). Um driftende 

Organismen abzufangen, wurde bei der Bearbeitung des Substrates der Kescher dicht genug 

an die Probefläche gehalten. In geringer Tiefe wurden große Steine, Totholz u.a. mit der Hand 

abgewaschen oder ggf. abgebürstet. Nach jeder etwa 3. bis 5. Teilprobennahme wurde der 

Kescher ausgeleert und das Substrat in einen mit ca. 2 bis 3 Litern Wasser gefüllten 10 Liter 

Eimer überführt. Zur Beprobung größerer Bestände von Makrophyten wurde wie in Abschnitt 

4.1.3.3 beschrieben, vorgegangen. 

Reduzierung des Probenvolumens 

Nachdem sich das gesamte Probenmaterial in einem Eimer befand, konnte der mineralische 

Anteil des Materials mit einer einfachen Schwemmtechnik abgetrennt werden. Hierzu wurde 

der Eimer bis zu ca. ¾ mit Wasser gefüllt und das Probenmaterial mit der Hand vorsichtig 

aufgeschwemmt. Das aufgewirbelte (organische) Material wurde wieder zurück in den Ke- 

scher gegossen, die mineralischen Substrate verblieben auf dem Grund des Eimers. Der Eimer 

wurde wiederholt mit Wasser aufgefüllt und der Vorgang des Waschens solange fortgeführt, 



bis lediglich der mineralische Anteil im Eimer zurück blieb. Dieser wurde in einer Weißscha- 

le (Fotoschale) auf verbliebene Organismen (z.B. Trichopteren mit Gehäusen aus Steinchen) 

durchgeschaut. Diese Organismen wurde zu der organischen Fraktion in den Kescher gege- 

ben. Das nun organismenfreie mineralische Substrat wurde verworfen. Abschließend befand 

sich der gesamte organische Anteil aller Teilproben inklusive der Organismen im Kescher. 

Aussuchen der Einzelexemplare 

Im nächsten Schritt wurde nun das gesamte organische Material aus dem Kescher in eine 

Weißschale gegeben. Anheftende Organismen am Kescher wurden mit wenig Wasser in die 

Weißschale gespült, das Probenmaterial war annähernd mit Wasser bedeckt. 

Anschließend wurde das Material gesichtet und es wurden nach den folgenden Kriterien ein- 

zelne Individuen (Einzelexemplare) aus der Probe entnommen: 

1. Taxa, die aus artenschutzrechtlichen Gründen nicht getötet werden sollten (z.B. Asta- 

cus astacus). 

2. Taxa, deren Bestimmbarkeit nach Fixierung in Ethanol nicht mehr möglich war (z.B. 

Turbellaria) 

3. Empfindliche Taxa, die nach mechanischer Einwirkung nicht mehr hinreichend gut 

bestimmbar waren (z.B.: Ephemeroptera). 

4. Taxa, die nach erster Sichtung nur 1-2 mal in der Probe enthalten waren. 

Die Taxa der ersten Gruppe wurden im Gelände bestimmt und wieder ins Gewässer zurück 

gesetzt. Von Taxa der Gruppe 2 wurden jeweils zwei bis drei Individuen im Gelände be- 

stimmt und anschließend mit den übrigen Einzelexemplaren in einem separaten Gefäß in 

70%igem Ethanol fixiert. Zusätzlich wurden von Taxa der Gruppe 2 deren absolute Anzahl 

geschätzt. Diese Ergebnisse (Taxa der Gruppe 1 und 2) wurden auf dem Site-Protokoll no- 

tiert. Die entnommenen Tiere aus Gruppe 2 bis 4 durften insgesamt eine Anzahl von 30 nicht 

überschreiten. 

Konservierung und Lagerung der Proben 

Das Probenmaterial wurde über einen Trichter in weithalsige Kautex-Flaschen gefüllt. Restli- 

ches Material im Handsieb oder in der Weißschale wurde mit wenig Alkohol in die Kautex- 

Flasche gespült. Das gesamte Probenmaterial wurde mit 96% igen Ethanol fixiert. 

Um eine hinreichend gute Konservierung der Proben zu gewährleisten, wurden die Kautex- 

Flaschen zunächst gekühlt aufbewahrt. Nach 12-24 Stunden wurde die gesamte Flüssigkeit 

der Probe vorsichtig durch ein Sieb (500 µm) abgegossen und erneut mit 96% igem Ethanol 

aufgefüllt. Im Sieb liegende Organismen wurden zurück in das Probengefäß gegeben. Die 

Probe wurde weiterhin gekühlt aufbewahrt. Nach weiteren 1-2 Tagen wurde der 96% ige E- 



thanol durch 70% igen Ethanol ersetzt. Die Probe konnte danach längere Zeit bis zur weiteren 

Verarbeitung bei Zimmertemperatur gelagert werden. 

2.1.2 Sortierung der Proben nach AQEM/STAR 

Entnahme einer Unterprobe 

Um das zu bearbeitende Probenvolumen zu reduzieren, wurde eine definierte Unterprobe ent- 

nommen. Die Unterprobe entsprach mindestens 1/6 der Gesamtprobe und mindestens 700 

Tiere mussten enthalten sein. Wurde die entsprechende Anzahl der Tiere nicht erreicht, wurde 

der Anteil der Unterprobe entsprechend erhöht. 

Zur Entnahme der Unterprobe wurden zwei Ausleseschalen verwendet, die ineinandergestellt 

werden konnten. Die äußere Schale entsprach einer konventionellen Weißschale. Bei der in- 

neren Schale handelte es sich um ein modifiziertes Sieb (Unterproben-Sieb) mit einer Innen- 

fläche von 30 x 36 cm und einer Maschenweite von 500 µm. Die Gaze des Siebes war durch 

Linien in ein Raster von 30 Teilflächen á 6 x 6 cm unterteilt. Die Markierung der Linien war 

ebenfalls auf der inneren Rahmenseite des Siebes zu sehen, wobei die einzelnen Felder am 

oberen Rahmen von 1 bis 5 und am seitlichen Rahmen von 1 bis 6 durchnummeriert waren. 

Somit bekam jedes einzelne Feld des Unterproben-Siebes eine eindeutige Kennung über die 

Zuweisung zweier Ziffern. Diese Apparatur ermöglichte zum einen das Sieben der im Gelän- 

de genommenen Probe und zum anderen eine definierte Unterprobennahme. 

Die Probe wurde auf dem Unterproben-Sieb ausgebreitet, wobei größere Substratteile 

(Ästchen, Steine, etc.) mit Wasser von Hand abgewaschen und aus der Probe entfernt wurden. 

Anschließend wurde das Sieb (samt Probe) in die äußere Schale gestellt und mit Wasser be- 

füllt. Vorsichtig wurde das Probenmaterial gleichmäßig über das Sieb verteilt. Anschließend 

nahm man das Sieb wieder aus der äußeren Schale, damit das Wasser ablaufen konnte. Mit 

Hilfe zweier Würfel wurden per Zufall 5 der 30 Teilflächen (entsprechend 1/6 der Gesamt- 

probe) ermittelt, aus denen die Unterprobe entnommen werden sollte. Eine detaillierte Be- 

schreibung der Vorgehensweise ist in Abschnitt 4.1.4.2 zu finden. Mit Hilfe eines Ausstech- 

rahmens (Innenfläche: 6 x 6 cm) und eines Löffels wurde das Material der fünf Teilflächen 

entnommen und in eine Weißschale überführt. Pflanzenmaterial, welches über die Ränder des 

zu entnehmenden Bereiches hinausreichte, war am einfachsten zuvor mit einer Schere zu 

durchtrennen. Lag ein Tier genau auf der Grenze des zu entnehmenden Bereiches, wurde es 

derjenigen Teilfläche zugerechnet, in der sich der größte Anteil des Tieres befand. 

Nach Entnahme der fünf Teilflächen verblieb das restliche Material so lange auf dem Sieb, bis 

nach der weiteren Bearbeitung der Unterprobe die Anzahl der darin enthaltenden Organismen 

bestimmt war. Der Grund dafür war, dass die Unterprobe die folgenden zwei Kriterien gleich- 

zeitig erfüllen musste: 



• Das entnommene Material entsprach mindestens 1/6 der Gesamtprobe (= 5 von 30 

Teilflächen). 

• In dem genannten Anteil mussten mindestens 700 Tiere enthalten sein. 

Wurde diese Anzahl der Tiere nicht erreicht, musste der Inhalt weiterer Teilflächen entnom- 

men werden, solange, bis die angegebene Anzahl von Tieren erreicht wurde. 

Erst nach abschließender Bearbeitung der Unterprobe (also dem Erreichen von 700 Individu- 

en) konnte das restliche Probenmaterial verworfen werden. 

Auftrennen des Probenmaterials im Labor in Grob- und Feinfraktion 

Nach Entnahme der Unterprobe wurde das Material über eine Siebkaskade in eine Grobfrak- 

tion (≥ 2 mm) und eine Feinfraktion (500 µm bis 2 mm) getrennt. Der Vorgang des Trennens 

beider Fraktionen wurde standardisiert durchgeführt und ist im Detail in Abschnitt 4.1.4.3 

nachzulesen. Das in den Analysensieben verbliebene Material entsprach der Grobfraktion (≥ 2 

mm) bzw. der Feinfraktion (< 2 mm). Das Material beider Fraktionen wurde in getrennte 

Schalen mit Wasser überführt und wie unten beschrieben weiter bearbeitet. 

Die Sortierung der Grob- und Feinfraktion erfolgte getrennt nach folgendem Schema: 

Zunächst wurde die Grobfraktionen portionsweise (z.B. 2 Esslöffel, je nach Größe der Sor- 

tierschale) in eine Sortierschale (kleine Weißschale) überführt, mit Wasser überschichtet und 

gleichmäßig verteilt. Dabei durfte das Probenmaterial den Boden der Sortierschale maximal 

zur Hälfte bedecken, um das Erkennen von kleinen und dunklen Organismen zu unterstützen. 

Im Material befindliche Organismen wurden vollständig heraussortiert und nach Ordnungen 

getrennt in 70% igen Ethanol aufbewahrt. Dabei wurde auch die Anzahl der insgesamt he- 

rausgelesenen Organismen ermittelt. Am einfachsten konnte diese während der Auslese mit 

einem Handzähler ermittelt werden. 

War die Sortierung der Grobfraktion abgeschlossen, wurde die Feinfraktion nach gleichem 

Schema bearbeitet. Die aussortierten Organismen der jeweiligen Fraktion wurden jedoch in 

getrennten Sortiergefäßen aufbewahrt. Erreichte die Individuenzahl nach Sortierung beider 

Fraktionen einen Wert > 700, war die Unterprobennahme abgeschlossen. War die Anzahl der 

ausgesuchten Organismen jedoch < 700 Individuen wurde per Zufall eine weitere Teilfläche 

ermittelt, in Grob- und Feinfraktion getrennt und die Organismen beider Fraktionen vollstän- 

dig ausgelesen. Dieser Vorgang wurde so lange wiederholt, bis eine Anzahl von mindestens 

700 ausgelesenen Individuen erreicht wurde. Der ausgelesene Anteil (Größe der Unterprobe) 

wurde für die spätere Auswertung notiert (z.B. 1/5; entsprechend 6 von 30 Teilflächen). 



Bestimmung der Organismen 

Die Bestimmung der Organismen aus der Unterprobe sowie der Einzelexemplare (siehe oben) 

erfolgte weitestgehend nach den festgelegten Kriterien der in diesem Projekt parallel entwi- 

ckelten Operationellen Taxaliste (siehe Abschnitt 5). Für die Bestimmung wurden ebenfalls 

i.d.R. die in der Operationellen Taxaliste angegebenen Werke verwendet. 

Einige Gruppen z.B. Gammaridae oder Simuliidae waren in einigen Proben mit hohen Abun- 

danzen vertreten. Gleichzeitig bestehen diese Gruppen (zumeist) aus nur wenigen zu unter- 

scheidenden Taxa. Bei der Bestimmung konnte daher folgende Vereinfachung vorgenommen 

werden, die den zeitlichen Aufwand der Bearbeitung reduzierte: 

Es wurde eine Anzahl von 50 Tieren ausgewählt und bestimmt, wobei die Auswahl zufällig 

erfolgte. Die restlichen Tiere wurden gezählt und anteilsmäßig den bestimmten Taxa zuge- 

ordnet. 

Auch für die Gruppe der Chironomidae konnte eine solche Vereinfachung vorgenommen 

werden. Allerdings wurde hier eine Anzahl von 100 Individuen zufällig entnommen und be- 

stimmt. Auch hier wurden die restlichen Individuen den Bestimmungsergebnissen anteilsmä- 

ßig zugeordnet. 

2.2 Protokoll nach RIVPACS 

2.2.1 Aufsammlung 

Wie die AQEM/STAR-Methode hat auch die Aufsammlungsmethode nach RIVPACS zum 

Ziel, direkt miteinander vergleichbare Proben zu erhalten, um die Gewässerqualität aus dem 

direkten Vergleich mit der Referenz ablesen zu können. Die Methode wird seit vielen Jahren 

erfolgreich von den Behörden in Großbritannien eingesetzt, um die Gewässerqualität anhand 

von Makroinvertebraten zu ermitteln. Ein sehr ähnliches Verfahren gibt es auch in Australien 

(AUSRIVAS). 

Übersicht über die Aufsammlungsmethode 

Für die Probennahme wird eine möglichst homogene und für einen längeren Gewässerab- 

schnitt repräsentative Probestelle ausgewählt, die in einer Schnelle liegen sollte, da eine Be- 

sammlung dort einfacher durchzuführen ist. Ist keine Schnelle vorhanden, wird auf einen an- 

deren repräsentativen Bereich ausgewichen. 

Die Beprobung sollte wenn möglich über die gesamte Gewässerbreite erfolgen. Die Länge der 

Probestrecke richtet sich dabei nach der Gewässerbreite: Je breiter das Gewässer ist, desto 

kürzer die zu beprobende Strecke. Sie liegt für gewöhnlich zwischen 5 und 20 Metern und 

muss zusammenhängend sein. 



An Material werden ein langstieliger Kescher, eine (Stopp-) Uhr, ein Eimer, ein Probengefäß 

und Ethanol zum Konservieren der Probe benötigt. Idealerweise wird die Probennahme von 

zwei Personen durchgeführt, wobei eine Person am Ufer steht und die Beprobungszeit stoppt. 

Die RIVPACS-Methode gliedert sich in ein 3-minütiges Multi-Habitat-Sampling und eine 

insgesamt einminütige gezielte Suche nach (Einzel-) Organismen (letztere erfolgt in zwei 

Teilschritten). Dabei werden nur die Zeiten der aktiven Probennahme gestoppt, nicht die Zeit, 

die verstreicht, während man zwischen den Beprobungsstellen wechselt oder der Kescher 

geleert wird. 

Entnahme von Einzelorganismen 

Die Entnahme von Einzelorganismen gliedert sich in zwei Teilschritte und dauert insgesamt 

eine Minute. 

Der erste Teilschritt wird vor dem 3-minütigen Multi-Habitat-Sampling durchgeführt. 

Hierzu werden gezielt Einzelorganismen, die sich auf oder an der Wasseroberfläche aufhalten 

und mit dem Multi-Habitat-Sampling normalerweise nur selten erfasst werden können, gefan- 

gen. Dies sind z.B. Taumelkäfer (Gyrinidae), Wasserläufer (Gerridae) oder Bachläufer (Velii- 

dae). 

Der zweite Teilschritt erfolgt nach dem 3-minütigen Multi-Habitat-Sampling. 

Hierbei werden Einzelorganismen gesammelt, die mit dem Multi-Habitat-Sampling nur ein- 

geschränkt erfasst werden können. Hierzu gehören u.a. sessile, nur zeitweise mobile oder sich 

festsaugende Organismen bzw. solche, die in Hohlräumen von Steinen oder Totholz sitzen 

oder sich in der Vegetation aufhalten (z. B. Gastropoda, Glossosomatidae, Psychomyiidae, 

Blephariceridae). Mögliche Habitate werden gezielt aufgesucht und mittels Pinzette, Bürste 

oder den Fingern abgesammelt bzw. abgebürstet. 

Der Zeitaufwand für die beiden Teilschritte beträgt je ½ Minute. Es besteht aber die Möglich- 

keit dieses Verhältnis zu variieren. Dies kann nötig sein, wenn z.B. ein Absuchen der Wasser- 

oberfläche in Folge zu starker Strömung nicht sinnvoll erscheint. Wichtig ist allerdings, dass 

der Gesamtaufwand (für beide Teilschritte) von 1 Minute stets beibehalten wird, auch dann, 

wenn hierdurch keine zusätzlichen Taxa erhalten werden. 

Multi-Habitat -Sampling 

Die dreiminütige Besammlungszeit bezieht sich auf die Dauer der aktiven Sammeltätigkeit. 

Die Zeit, die benötigt wird, um das Netz zu spülen oder auszuleeren oder nach geeigneten 

Mikrohabitaten zu suchen, ist davon ausgenommen. Es wird daher empfohlen, die Besamm- 

lung in kurzen Intervallen von jeweils etwa 15-20 Sekunden Länge durchzuführen, mit da- 

zwischen liegenden Pausen, um nach weiteren Flächen bzw. Substraten Ausschau zu halten. 

Die einzelnen Mikrohabitate werden gemäß ihrem Anteil an der Gesamtfläche im Bepro- 

bungsabschnitt besammelt, wobei jedoch keine genaue Abschätzung der Flächenanteile im 



Vorfeld der Beprobung erforderlich ist. Die Probennahme erfolgt entgegen der Fließrichtung 

und in diagonaler Richtung. Somit ist gewährleistet, dass einerseits die gesamte Breite des 

Gewässers erfasst wird und andererseits die unterschiedlichen Substrate und Strömungsbe- 

dingungen im Querschnitt des Gerinnes berücksichtigt werden. Ziel ist es, möglichst viele 

Taxa in der vorgegebenen Zeit zu sammeln. Während der Besammlung kann sich unter Um- 

ständen soviel Substrat in dem Handnetz ansammeln, dass es notwendig wird, den Netzinhalt 

auszuleeren. Es wird empfohlen, diesen Zwischenschritt nach jeweils drei Kescherzügen 

durchzuführen. 

Das gesamte Probenmaterial wird in ein gut verschließbares Gefäß gegeben und mit 70% i- 

gem Ethanol konserviert. 

Abschließende Hinweise zur Beprobung verschiedener Substrate 

Besammlung gröberer Substrate (z. B. Kies, Steine, Blöcke): Zunächst wird das Handnetz 

vertikal unterhalb der zu beprobenden Fläche auf das Substrat gedrückt; anschließend wird 

das Material vor dem Handnetz mit Fuß oder Hand kräftig in Bewegung versetzt (bis in etwa 

10 cm Tiefe). Schwerere Steine müssen notfalls mit der Hand angehoben werden, um das 

feinere Material darunter besammeln zu können. Abschnitte, an denen große Blöcke die Sohle 

dominieren, sollten gemieden werden, da es nicht möglich ist, solche Habitate mittels Kick- 

Sampling und Zeitsammelmethode effektiv zu besammeln. 

Besammlung feinerer Substrate (z. B. Sand, Schlamm): Das Handnetz sollte vorsichtig durch 

die obersten Zentimeter des Substrats gezogen werden. Ist der Kescher aber bereits nach kur- 

zer Zeit mit dem zu beprobenden Substrat gefüllt (z.B. Sand mit >1000 µm Korngröße), emp- 

fiehlt sich eine andere Vorgehensweise. Hierbei wird das Substrat vor dem Kescher mit der 

Hand aufgewirbelt, so dass darin enthaltene Tiere automatisch in das Netz gespült werden. 

Zur Beprobung von Feinsubstraten in strömungsarmen oder strömungsfreien Bereichen (Fein- 

sand, Schlamm, FPOM) empfiehlt es sich, das Substrat mit dem Kescher kräftig aufzuwir- 

beln. Es entsteht eine dunkle Wolke aus aufgewirbeltem Substrat und Organismen. Das Netz 

wird dann mehrfach und schnell mit kräftigen Zügen durch diese Wolke gestreift. 

Vegetation: Das Handnetz wird in verschiedenen Richtungen durch die Makrophyten bewegt 

(vorwärts, aufwärts und seitlich). Dazu gehört auch, das Sediment im Wurzelbereich der Ve- 

getation zu besammeln. Stabilere Wurzeln von Ufergehölzen (z. B. Erlen) werden mit dem 

Fuß in Erschütterungen versetzt, um anhaftende Organismen zur Drift zu bewegen. Zusätzlich 

sollten fester anhaftende Organismen vorsichtig mit der Hand oder mit einer weichen Bürste 

von den Wurzeln gelöst werden. 



2.2.2 Sortierung der Proben nach RIVPACS 

Ziel dieser Sortiermethode ist, die Zeit für die Sortierung der Makrozoobenthosproben auf ein 

Minimum zu beschränken, dabei aber möglichst alle in der Probe vorkommenden Taxa zu 

erfassen. Dazu wird nur ein festgelegter Anteil der Probe (im Labor) vollständig aussortiert. 

Der restliche Teil der Probe wird jedoch durchgesehen, wobei bisher nicht gefundene Taxa 

ebenfalls aussortiert werden. 

Vorbereitung 

Eine ausreichend große (Maße ca. 25 x 30 cm) Sortierschale wird mit einem wasserfesten 

Marker in 16 gleichgroße Felder unterteilt. 

Die zu sortierende Probe wird über einem Sieb mit 500 µm Maschenweite gesiebt und in ein 

wassergefülltes Gefäß überführt. Nun muss entschieden werden, wie groß der Sortieranteil 

der Probe sein sollte. Als Vorgaben dafür gelten: 

• Die Sortierung sollte möglichst nicht länger als 2 Stunden, auf keinen Fall aber länger 

als 4 Stunden dauern. 

• Es sollten möglichst viele der enthaltenen Taxa in ausreichender Menge aussortiert 

werden. 

Die Sortierung erfolgt, möglichst nach Ordnungen getrennt, in mit 70% igem Ethanol gefüllte 

Sortiergefäße (z.B. Schraubdeckelgläschen aus Kunststoff) Neben der genauen Probenbe- 

zeichnung ist auch der Sortieranteil auf den Sortiergefäßen zu vermerken. Außerdem ist ein 

Sortiergefäß für die aus dem Rest der Probe aussortierten „neuen“ Taxa vorzubereiten und als 

„Extras“ zu kennzeichnen. 

Vorgehensweise bei der Sortierung 

Die Probe wird nun portionsweise (z.B. 2 Esslöffel, je nach Größe der Sortierschale) in die 

Sortierschale überführt und gleichmäßig verteilt, dabei sollte das Probenmaterial den Boden 

der Sortierschale um deutlich weniger als die Hälfte bedecken. 

Bei einem zuvor festgelegten Sortieranteil von z.B. ¼ (in diesem Fall wäre 4 der Faktor für 

die spätere Multiplikation, s.u.) werden 4 zusammenhängende Felder nach dem unten be- 

schriebenen Rotationsverfahren ausgewählt und vollständig aussortiert. Die restlichen Felder 



der Schale werden anschließend kurz auf Taxa durchgesehen, welche im aussortierten Anteil 

noch nicht enthalten waren. Diese werden dann in das mit „Extras“ markierte Gläschen über- 

führt und verbleiben dort, auch wenn dieselben Taxa später in dem zu sortierenden Anteil 

ebenfalls auftauchen. Von jedem Taxon sollte aber immer nur ein Individuum in das „Ex- 

tras“-Gläschen sortiert werden, es sei denn, das erste war sehr klein oder beschädigt, und ein 

größeres kann das Bestimmungsergebnis verbessern. Vor dem Beenden eines Sortierdurch- 

ganges ist die Schale leicht zu schwenken, um sicherzustellen, dass auch wirklich alle Taxa 

gefunden werden. 

Sortieranteil (1/4) 

den nach der Sortierung verblei- 

benden ¾ der Probe werden die 

„Extras“ entnommen 

Ist der erste Sortierdurchgang abgeschlossen, wird das aussortierte Material verworfen, die 

Schale erneut mit Wasser gefüllt, eine weitere Probenportion in die Schale überführt und die 

Sortierung wie oben beschrieben fortgesetzt. Um Randeffekte zu vermeiden, muss die Lage 

der aussortierten Fläche geändert werden. Für eine unvoreingenommene Auswahl der Sortier- 

fläche bietet sich ein Rotationsverfahren an; hatte man z.B. im letzten Durchgang die 4 Felder 

oben links aussortiert, wählte man nun die 4 mittleren oberen Felder aus, im nächsten Durch- 

gang dann die 4 Felder oben rechts usw. Dieser Vorgang wird wiederholt, bis die gesamte 

Probe aussortiert ist. 

„Rotationsverfahren“ zur Auswahl der zu sortierenden Fläche 

Vorgehensweise bei der Auswertung 

Die aussortierten Organismen werden bestimmt, das Ergebnis gemeinsam mit der Anzahl und 

dem Sortieranteil notiert. Anschließend wird das Ergebnis auf die gesamte Probe hochgerech- 

net. Dies erfolgt durch Umrechnen des Sortieranteil auf die gesamte Probe; bei einem Sortier- 

anteil von ¼ wird das Ergebnis mit 4 multipliziert. 

Taxa und deren Individuenzahlen aus dem „Extras“-Gefäß werden anschließend hinzugezählt. 

Dies aber nur dann, wenn sie im aussortierten Anteil nicht auftauchten. 



Anmerkung: Im Rahmen der RIVPACS-Sortierung können optional weitere Modifikationen 

vorgenommen werden. Das ausführliche Protokoll der RIVPACS-Sortierung kann auf der 

Seite http://www.eu-star.at nachgelesen werden. 

2.3 Lebendverfahren 

Für die hier als Lebendverfahren bezeichnete Variante wird seit vielen Jahren in den Bundes- 

ländern eingesetzt. Allerdings gibt es hierzu eine Vielzahl von Variationen sowohl bezüglich 

der Aufsammlung als auch bezüglich der Probensortierung. Sämtlich bundesweit zum Einsatz 

kommende Varianten zu testen, war im Rahmen dieses Projektes nicht möglich. Daher wurde 

lediglich eine etwas verbreitetere Variante der Lebend-Sortierung nach BRAUKMANN (2000) 

getestet. 

2.3.1 Lebend-Sortierung 

Bei der modifizierten Lebend-Sortierung nach BRAUKMANN (2000) wird bereits im Gelände 

ein Teil der Tiere aus einer Probe heraussortiert, so weit wie möglich bestimmt und darüber 

hinaus die Häufigkeiten der Taxa abgeschätzt. Die Ansprache der Organismen im Gelände 

erfordert ausreichend Erfahrung und kann nur von Experten vorgenommen werden. Der Vor- 

teil dieser Methode ist, dass im Vergleich zur Gesamtprobe nur wenige Tiere konserviert und 

zur Nachbestimmung ins Labor gebracht werden müssen. 

Die Probe wird nach der Entnahme in eine separate Weißschale gegeben, mit Wasser aufge- 

schwemmt und gesichtet. Zunächst werden alle im Gelände erkennbaren bzw. differenzierba- 

ren Taxa notiert. Dann wird die Abundanz jedes dieser Taxa in Häufigkeitsklassen geschätzt. 

Dabei wird folgende Abstufung der Häufigkeitsklassen gewählt: 1 = 1; 2 = 2-20; 3 = 21-40; 4 

= 41-80; 5 = 81-160; 6 = 161 –320; 7 ≥ 320 (ALF et al. 1992). Von allen Taxa werden Beleg- 

exemplare aussortiert, in 70%igem Ethanol konserviert und zur späteren Nachbestimmung ins 

Labor verbracht. 

Bei allen im Gelände nicht hinreichend differenzierbaren Taxa (siehe Abschnitt 5; Operatio- 

nelle Taxaliste) wird die Schätzung der Häufigkeitsklasse nach der Nachbestimmung der Tie- 

re im Labor wie folgt revidiert. 

Beispiel: 

Im Gelände wird die Gattung Hydropsyche mit einer Häufigkeitsklasse „3“ (entsprechend 21 

– 40 Individuen) notiert. Unter den 10 nachbestimmten Tieren befinden sich 3 Exemplare von 

Hydropsyche siltalai und 7 Exemplare von Hydropsyche incognita. Auf die mittlere Abun- 

danz der Häufigkeitsklasse „3“ (entsprechend 30 Individuen) hochgerechnet, ergibt sich für 

Hydropsyche siltalai eine Anzahl von 30/10 x 3 = 9 Individuen und somit die Häufigkeits- 

klasse „2“ und entsprechend für Hydropsyche incognita eine Anzahl von 30/10 x 7 = 21 Indi- 

viduen und somit die Häufigkeitsklasse „3“. 

Als Ergebnis wird final eine Taxaliste mit Angaben zu den Häufigkeiten erstellt. 



3 Entwicklung einer standardisierten Methodik und Methodenvergleichsuntersuchungen 

Die ursprüngliche AQEM-Methode sah keine Unterprobennahme vor (AQEM CONSORTIUM 

2002). Da die Auswertung sämtlicher mit dieser Methode erhaltenen Organismen sehr auf- 

wändig ist, wurde im Rahmen des STAR-Projektes eine Unterprobennahme eingeführt. Eine 

Unterprobe entspricht 1/6 der Gesamtprobe und enthält mindestens 700 Individuen. 

Die Herleitung des Kriteriums „mindestens 700 Individuen“ stützte sich dabei auf die im Ab- 

schnitt 3.1 dargestellten Untersuchungen. 

Zudem wurden für die Entwicklung einer standardisierten Methodik zur Entnahme und Auf- 

bereitung von Makrozoobenthosproben vergleichende Untersuchungen in den beiden folgen- 

den Bereichen durchgeführt: 

• Verschiedene Gesamtverfahren (Aufsammlung und Sortierung) 

• Verschiedene Sortiermethoden 

Hinsichtlich der Gesamtverfahren wurden die Verfahren nach AQEM/STAR sowie nach 

RIVPACS getestet. Bei den Sortiermethoden wurden drei Varianten verglichen: 

a) AQEM/STAR, b) RIVPACS und c) Lebend-Sortierung. 

3.1 Ermittlung von Mindestindividuenzahlen von Makrozoobenthosproben 

zur Fließgewässerbewertung 

Für die wasserwirtschaftliche Anwendung ist es wünschenswert, den zeitlichen und somit 

finanziellen Aufwand auf ein erforderliches Mindestmaß zu reduzieren, ohne dabei an Aussa- 

geschärfe zu verlieren oder einen signifikanten Informationsverlust zu riskieren. Es stellt sich 

daher die Frage, welchen Umfang eine Makrozoobenthosprobe haben muss, um hinreichend 

genaue und sichere Aussagen zum qualitativen Zustand eines Fließgewässerabschnitts formu- 

lieren und vorhandene Degradationserscheinungen möglichst genau identifizieren zu können. 

Hierzu wurde eine computergestützte „elektronische“ Unterprobennahme in umfangreichen 

Taxalisten durchgeführt, mit dem Ziel, eine Mindestgröße (Mindestindividuenzahl) für eine 

Unterprobe abzuleiten. 

3.1.1 Datengrundlage und Methodik der elektronischen Unterprobennahme 

Im Rahmen des EU-Projekts „AQEM“ wurden für fünf deutsche Fließgewässertypen umfang- 

reiche Datensätze mit einer standardisierten Methode erhoben (AQEM CONSORTIUM 2002). 

Bei der sogenannten AQEM-Methodik wird im Gegensatz zur ansonsten sehr ähnlichen 

AQEM/STAR-Methodik die Grobfraktion der gesamten Probe im Labor aussortiert. Im 



Durchschnitt wurden dabei mehr als 1100 Individuen (Tieflandflüsse) bzw. mehr als 1500 

Individuen (Mittelgebirgsbäche, Mittelgebirgsflüsse) je Probe bestimmt (Tab. 3.1). Daten von 

drei Gewässertypen wurden für die elektronische Unterprobennahme ausgewertet. Das Ver- 

laufsschema für die elektronische Unterprobennahme ist in Abb. 3.1 dargestellt. 

Tab. 3.1: Datengrundlage für die computergestützte elektronische Unterprobennahme. 

Typ Proben Ø Ind. Min Ind. Max Ind. Ø Taxa Min Taxa Max Taxa 

Sandflüsse im TL 54 1167 31 3452 40 20 59 

Bäche im MG 58 1543 218 6275 55 25 88 

Flüsse im MG 40 1524 122 5494 56 18 79 

TL=Tiefland; MG=Mittelgebirge; Ind.=Individuen 

Aus den Taxalisten des AQEM-Projekts wurden mit einem Zufallsgenerator jeweils 100 

Stichproben mit den Umfängen 100, 200, 300, 500 und 700 Individuen generiert. Für jede 

Stichprobe („Unterprobe“) wurden zahlreiche biozönotische Kenngrößen („Metrics“) berech- 

net, die schließlich mit den entsprechenden Werten für eine vollständig sortierte (Original-) 

Probe (= Bezugswert) verglichen wurden (Abb. 3.1). 

100 Zufallsziehungen 

Berechnung 

152 Proben 

(drei Gewässertypen) 

76000 Stichproben 

Metric - Ergebnisse 

zu 76000 

Stichproben 

aus jeder Probe von je: 

100, 200, 300, 500 und 

700 Individuen 

SI, Taxazahl, 

Faunaindex, Faunaindex EQIM, etc. 

Metric - Ergebnisse 

zu 152 Proben 

(Bezugswerte) 

Vergleich mit den 

Bezugswerten 

Abb. 3.1: Schema der computergestützten elektronischen Unterprobennahme. Das Kürzel 

„EQIM“ kennzeichnet den multimetrischen Index. 

Es wurden ca. 100 verschiedene „Metrics“ (ökologische Kenngrößen) ausgewertet, darunter 

der Saprobienindex (SI), die Taxazahl, der Deutsche Faunaindex und der multimetrische In- 

dex zur Bewertung der ökologischen Qualität mit Hilfe der benthischen Wirbellosen, der im 

Rahmen des AQEM Projektes spezifisch für jeden Gewässertyp entwickelt wurde (im Fol- 



genden bezeichnet als EQIM – Ecological Quality Index using Macroinvertebrates, LORENZ et 

al. 2001). 

Die Abweichungen der für die Unterproben ermittelten Werte einzelner Metrics zu den Be- 

zugswerten wurden dann statistisch analysiert und grafisch dargestellt. Über den Grad der 

Abweichungen vom Bezugswert sind somit Aussagen über die Zuverlässigkeit der einzelnen 

Metrics sowie des multimetrischen Index bei verminderten Probenumfängen (Stichproben- 

größen) zu machen. Hieraus lässt sich die Mindeststichprobengröße ableiten. 

3.1.2 Ergebnisse der elektronische Unterprobennahme 

In Abb. 3.2 sind beispielhaft für eine Probestelle des Gewässertyps 9 („Mittelgebirgsflüsse“) 

die Spannweiten für die drei Metrics „Faunaindex“, „multimetrischer Index EQIM“ und 

„Saprobienindex“ in Abhängigkeit von den unterschiedlichen Stichprobengrößen (Individu- 

enanzahlen) dargestellt. 

Faunaindex 

SI 

1,2 

1,0 

0,8 

0,6 

0,4 

0,2 

0,0 

-0,2 

-0,4 

-0,6 

2,1 

2,0 

1,9 

1,8 

1,7 

1,6 

1,5 

100 200 300 500 700 

Stichprobengröße 


Min/Max 25% -75% 

Median Ausreißer 

Min/Max 25% -75% 

Median Ausreißer 

100 200 300 500 700 

EQI M 

4,5 

4,0 

3,5 

3,0 

2,5 

2,0 

100 200 300 500 700 


Min/Max 25% -75% 

Median Ausreißer Extrema 

Abb. 3.2: Spannweiten des Faunaindex, des multimetrischen Index (EQIM) und des Saprobie- 

nindex (SI) für eine Probestelle des Gewässertyps „Silikatische Mittelgebirgsflüsse“ (Typ 9) 

in Abhängigkeit von der Stichprobengröße. Die waagerechte Linie gibt den jeweiligen Be- 

zugswert der entsprechenden (vollständig aussortierten) Probe an. 

Zu erkennen ist, dass die Spannweite der ermittelten Metricwerte, also der Grad der Abwei- 

chungen vom jeweiligen Bezugswert, mit Zunahme der Stichprobengröße abnimmt. Für den 

multimetrischen Index ist eine Annäherung des Medians an den entsprechenden Bezugswert 



erst ab einer Stichprobengröße von 500 Individuen zu erkennen. Er schwankt aber dennoch 

bis zu 0,2 Punkte um den Bezugswert (Spannweite des Metrics: 4,0 Punkte). 

Die Abweichungen ausgewählter Metrics vom jeweiligen Bezugswert in Abhängigkeit von 

der Stichprobengröße zeigt Abb. 3.3 für den Gewässertyp „silikatische Mittelgebirgsflüsse“. 

Erkennbar ist, dass insbesondere die Taxazahl stark von der Stichprobengröße abhängt. Sie 

erweist sich als weniger robust gegenüber einer Unterprobennahme. Die Abweichungen von 

Saprobien- und Faunaindex gegenüber dem Bezugswert sind hingegen auch schon bei stark 

verringerten Stichprobengrößen eher gering; lediglich der Anteil der Ausreißer (Abweichung 

> 2fache Standardabweichung) wird mit zunehmender Stichprobengröße geringer. Für den 

multimetrischen Index (EQIM) lagen die Abweichungen von etwa 50% der Werte auch bei 

einer Stichprobengröße von 700 Individuen noch über 0,2 Punkte. Bei den beiden weiteren 

untersuchten Gewässertypen (Typ 5 „Mittelgebirgsbäche“ und Typ 15 „Tieflandsandflüsse“) 

zeigten sich vergleichbare Ergebnisse. 

Taxazahl 

Faunaindex 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

2,2 

2,0 

1,8 

1,6 

1,4 

1,2 

1,0 

0,8 

0,6 

0,4 

0,2 

0,0 

100 200 300 500 700 



Min/Max 

25 -75% 

Ausreißer 

Min/Max 

25-75% 

Ausreißer 

Extrema 

100 200 300 500 700 

SI 

EQI M 

0,7 

0,6 

0,5 

0,4 

0,3 

0,2 

0,1 

0,0 

2,2 

2,0 

1,8 

1,6 

1,4 

1,2 

1,0 

0,8 

0,6 

0,4 

0,2 

0,0 

100 200 300 500 700 



Min/Max 

25-75% 

Ausreißer 

Extrema 

Min/Max 

25-75% 

Ausreißer 

Extrema 

100 200 300 500 700 

Abb. 3.3: Abweichungen der Taxazahl, des SI, des Faunaindex und des multimetrischen In- 

dex (EQIM) von den jeweiligen Bezugswerten der vollständig sortierten Proben für den Ge- 

wässertyp „Silikatische Mittelgebirgsflüsse“ (Typ 9). 

3.1.3 Schlussfolgerungen 

Die elektronische Unterprobennahme hat gezeigt, dass in Abhängig des jeweiligen Metric und 

des untersuchten Gewässertyps - Stichprobengrößen von etwa 500-700 Individuen zu befrie- 



digenden Bewertungsergebnissen führen können. Dies bedeutet eine Verringerung des Pro- 

benumfangs um bis zu 75%. Daraus ergeben sich erhebliche Zeiteinsparungen und somit eine 

Reduktion der Kosten. 

3.2 Vergleich verschiedener Gesamtprotokolle 

In der Fließgewässerlimnologie existieren verschiedenste Verfahren zur Entnahme und Auf- 

bereitung von Makrozoobenthosproben. Diese Freiland- und Labormethoden werden im Fol- 

genden, in Anlehnung an den englischen Begriff, als „Protokolle“ bezeichnet. 

Ein Test sämtlicher Protokolle war weder aus Zeit- noch aus Kostengründen im Rahmen die- 

ses Projektes möglich. Zudem sind Vor- und Nachteile vieler Methoden gut bekannt. So eig- 

nen sich beispielsweise Zeitsammelmethoden weniger gut für den Vergleich unterschiedli- 

chen Gewässertypen; andere Verfahren, wie etwa die DIN-Methode, sind für die Zwecke der 

EU-WRRL nicht ausreichend standardisiert. 

Demgegenüber handelt es sich bei der relativ neuen AQEM/STAR-Methodik um ein flächen- 

bezogenes Multi-Habitat-Sampling-Verfahren, das zudem in hohem Maße standardisiert ist. 

Letzteres gilt auch für die RIVPACS-Methode, die vergleichsweise schnell durchführbar ist 

(geringerer Kostenaufwand), jedoch auf einer Zeitsammelmethode basiert. 

Die wichtigste Fragestellung, die hinter dem Vergleich der beiden Gesamtprotokolle steht, 

lautet: Unterscheiden sich verschiedene Protokolle im Hinblick auf das Bewertungsergebnis, 

oder ist das Bewertungsverfahren so robust, dass es trotz verschiedener Methoden zu demsel- 

ben Bewertungsergebnis kommt? 

3.2.1 Ergebnisse des Vergleichs der Gesamtprotokolle 

Grundlage des Vergleichs 

Der Vergleich der Gesamtprotokolle nach AQEM/STAR und RIVPACS wurde an zwei Ge- 

wässertypen (Typ 5: grobmaterialreiche, silikatische Mittelgebirgsbäche und Typ 15: sand- 

und lehmgeprägte Tieflandflüsse) durchgeführt. An beiden Gewässertypen wurden jeweils 14 

Proben nach AQEM/STAR und 14 nach RIVPACS entnommen und entsprechend weiterbe- 

arbeitet. Insgesamt basiert also der Vergleich auf 56 Datensätzen (2 Typen x 14 Aufsamm- 

lungen x 2 Protokolle). Die Daten wurden im Rahmen des EU-Projektes STAR vom selben 

Probennehmer erhoben. Für alle 56 Datensätze wurden anschließend die jeweils für ihren Typ 

relevanten Core-Metrics sowie der entsprechende multimetrische Index (MMI 1 ; Bewertungs- 

ergebnis) berechnet. 

Ergebnisse des Vergleichs 

Die Auswahl der Probestellen im STAR-Projekt stand unter der Prämisse, möglichst das 

1 entwickelt im Rahmen des UBA-Projektes: „Weiterentwicklung des nationalen Bewertungssystems mit dem 

Makrozoobenthos“ 



komplette Spektrum potenzieller struktureller Degradation abzudecken. Die beiden zur An- 

wendung gekommenen Verfahren zeigen somit ein breites Spektrum an Bewertungsergebnis- 

sen. So decken sie im Fall des Typs 5 die Klassen 1 bis 4, im Fall des Typs 15 die Klassen 2 

bis 5 (AQEM/STAR) bzw. 2 bis 4 (RIVPACS) ab (Abb. 3.4). 

Werte des MMI 


1,00 

0,80 

0,60 

0,40 

0,20 

0,00 

1,00 

0,80 

0,60 

0,40 

0,20 

0,00 

Proben Gewässertyp 5 

Proben Gewässertyp 15 

ökologische 

Zustandsklasse 

I - sehr gut 

AQEM/STAR-Gesamt 

II - gut 

III - mäßig 

IV - unbefriedigend 

V - schlecht 

RIVPACS-Gesamtprotokoll 

ökologische 


I - sehr gut 


II - gut 

III - mäßig 


V - schlecht 

RIVPACS-Gesamtprotokoll 

Abb. 3.4: MMI-Ergebnisse des Gesamtprotokollvergleichs von AQEM/STAR-Gesamt und 

RIVPACS (jeweils Probennahme und Sortierung). Dargestellt sind die Ergebnisse für beide 

Gewässertypen (Typ 5 obere Grafik, Typ 15 untere Grafik). Rechts dargestellt sind jeweils 

die ökologischen Zustandsklassen die eine Bewertung nach dem MMI ergibt. 



Ausgehend von den AQEM/STAR- bzw. RIVPACS-Gesamtprotokollen ergeben sich teilwei- 

se unterschiedliche ökologische Zustandsklassen; dies betrifft drei Fälle bei Typ 5 sowie acht 

Fälle bei Typ 15, von jeweils 14 Proben insgesamt (Abb. 3.4). Die Unterschiede betragen in 

allen Fällen eine Zustandsklasse. Somit deutet sich an, dass sich Unterschiede zwischen bei- 

den Verfahren im Fall der Tieflandflüsse deutlicher auf das Ergebnis auswirken als im Fall 

der Mittelgebirgsbäche. Insgesamt sind die Abweichungen jedoch indifferent, d.h. keines der 

beiden Verfahren bewertet die Gewässer grundsätzlich höherwertig als das jeweils andere. 

Fazit und weiteres Vorgehen 

Der Vergleich der beiden Gesamtprotokolle hat gezeigt, dass in 11 von 28 Fällen (39%) un- 

terschiedliche Bewertungsergebnisse erzielt werden. Diese sehr hohe Quote macht deutlich, 

dass unterschiedliche Protokolle zu unterschiedlichen Ergebnissen führen. Daraus ergibt sich 

die dringende Notwendigkeit, die Untersuchungen zur Bewertung von Fließgewässern gemäß 

der EU-WRRL mit einer einheitlichen Methodik durchzuführen. 

Bei der Entwicklung einer einheitlichen (standardisierten) Methodik sind drei wesentliche 

Bereiche zu unterscheiden: 

1. Aufsammlung 

2. Sortierung 

3. Bestimmung 

Zu 1.: Die AQEM/STAR-Aufsammlungsmethodik ist in hohem Maße standardisiert. Dies 

trifft für andere Verfahren in weit geringerem Umfang zu (z.B. RIVPACS- 

Aufsammlungsmethodik), die, begründet in ihrer Struktur, prinzipiell weniger standardisier- 

bar ist. Aus diesem Grund wird für die folgenden Sortiermethodenvergleiche auf die A- 

QEM/STAR-Aufsammlungsmethodik zurückgegriffen. 

Zu 2.: Ausgehend von der AQEM/STAR-Aufsammlungsmethodik werden verschiedene Sor- 

tiervorschriften getestet. Die Ergebnisse dazu werden in den folgenden Abschnitten darge- 

stellt. 

Zu 3. Für die Bestimmung der Organismen wurde eine „Operationelle Taxaliste“ entwickelt 

(Abschnitt 5). 



3.3 Die AQEM/STAR-Methode (Aufwand und Ergebnisse) 

Zentrales Ziel des hier vorliegenden Projektes war es, eine Methodik zur Erfassung und Aus- 

wertung des Makrozoobenthos aus Fließgewässern zu entwickeln. Diese Methodik sollte zum 

einen in hohem Maße standardisiert und zum anderen mit einem vertretbaren Zeit- und damit 

auch Kostenaufwand durchführbar sein. 

Da es sich bei der AQEM/STAR-Methode um ein standardisiertes Verfahren handelt, stellte 

sich die Frage nach ihrem Zeitaufwand. Hierfür wurde in einem ersten Schritt der Zeitauf- 

wand dieser Methode für eine größere Zahl von AQEM/STAR-Proben ermittelt. Hierzu wur- 

den für die einzelnen Proben jeweils die Zeiten für die Probennahme im Gelände sowie die 

Bearbeitungszeiten im Labor (Unterprobennahme, Probensortierung, Bestimmung der Taxa) 

erfasst (Tab. 3.2). 

Tab. 3.2: Durchschnittlicher Zeitaufwand für die Bearbeitung einer AQEM/STAR- 

Unterprobe. 

Aufsammlung (im Gelände): 

Probennahme (n=123) 

Bearbeitung (im Labor): 

Unterprobennahme (n=123) 

Unterprobe 

(gesamt) [h] 

0,75 

0,5 

Sortierung (n=123) 5,7 

Bestimmung (n=70) 4,9 

Dateneingabe (n=70) 0,75 

Gesamtaufwand 12,6 

Die mittlere Anzahl der ausgewerteten Felder für eine Unterprobe (siehe Abschnitt 2.1.2) be- 

trägt 7,5 (von 30). D.h., im Durchschnitt entsprach eine Unterprobe einem Viertel der Ge- 

samtprobe. 

Tab. 3.3: Durchschnittliche Individuen- und Taxazahlen für eine AQEM/STAR-Unterprobe. 

Unterprobe (gesamt) 

Unterprobe auf Gesamtprobe 

(1,25 m 2 ) hochgerechnet 

Individuenzahl (n=70) 1066 5344 

Taxazahl (n=70) 52 - 

Zusammenfassend lässt sich festhalten, dass für die Bearbeitung einer AQEM/STAR-(Unter-) 

Probe im Mittel 12,6 Stunden nötig sind. Im Schnitt werden dabei 52 Taxa erfasst und über 

1000 Individuen sortiert und bestimmt, was hochgerechnet auf die Gesamtprobe im Mittel 

über 5300 Tiere bedeutet (Tab. 3.3). 



3.3.1 Modifikation der AQEM/STAR-Methode 

Der Gesamtaufwand für eine AQEM/STAR-Probe (Grob- und Feinfraktion) beträgt - wie 

bereits oben erwähnt - im Mittel 12,6 Stunden. Ein solch hoher Wert ist für ein bundesweit 

anzuwendendes Verfahren im Routinebetrieb als deutlich zu hoch anzusehen. Es war daher 

notwendig, das AQEM/STAR-Verfahren zu modifizieren. Hierbei galt es zu beachten, dass 

zum einen der hohe Standardisierungsgrad und die Aussagekraft dieses Verfahrens erhalten 

bleibt und zum anderen der Zeitaufwand deutlich reduziert wird. 

Über 80% der Zeit werden für das Sortieren und Bestimmen einer AQEM/STAR-Probe benö- 

tigt (siehe Tab. 3.2). Daher haben sich die Überlegungen für eine Modifikation des Verfah- 

rens auf diesen Bereich konzentriert. 

Ausgangspunkt hierfür war folgende Hypothese: 

Für die Aussagekraft der Bewertungsverfahren ist ein möglichst hohes taxonomisches Niveau 

(Artniveau) bedeutsam, da dieses die höchste Information enthält. Das Außerachtlassen von 

vielfach nur auf Familien- oder maximal Gattungsniveau bestimmbaren Jungstadien des 

Makrozoobenthos sollte daher keine nennenswerte Auswirkung auf die Bewertungsverfahren 

haben. 

Ausgehend von dieser Hypothese wurde folgende Verfahrensmodifikation eingeführt: 

Jede AQEM/STAR-Probe wurde nach der Entnahme einer Unterprobe über einer Siebkaskade 

gespült und in eine Grob- (≥ 2 mm) und eine Feinfraktion (< 2 mm) getrennt. 

Im Sinne der o.g. Hypothese müsste ein größerer Teil der Jungstadien in die Feinfraktion ge- 

spült werden, während die älteren Stadien zu einem größeren Teil in der Grobfraktion 

verbleiben. Damit verbunden müsste auch ein größerer Teil der (Art-) Informationen in der 

Grobfraktion enthalten sein. 

Um diese Hypothese zu prüfen, wurden schon während der Bearbeitung sämtliche Proben aus 

Tab. 3.2 in eine Grob- und eine Feinfraktion aufgeteilt (siehe Abschnitt 2.1.2). Die Sortier- 

und Bestimmungszeiten der beiden Fraktionen wurden erfasst und sind in Tab. 3.4 wiederge- 

geben. 

Tab. 3.4: Arbeitsaufwand sowie Individuen- und Taxazahlen von Grob- und Feinfraktion 

einer Unterprobe (AQEM/STAR-Methodik). 

Feinfraktion 

< 2 mm 

Grobfraktion 

≥ 2 mm* 

Unterprobe 

(gesamt) 

Sortierung [h] (n=123) 3,1 2,6 5,7 

Bestimmung [h] (n=70) 2,4 2,5 4,9 

Individuenzahl (n=70)** 597 469 1066 

Taxazahl (n=70) 40* 42 52 



Relative Taxazahl [%] (n=70) 77* 81 100 

* = Inklusive Einzelexemplare; ** = tatsächlich aussortierte (nicht hochgerechnete) Individuen 



Aus Tab. 3.4 geht hervor, dass 

• der Zeitaufwand für die Bearbeitung (Sortierung und Bestimmung) für jeweils eine 

der beiden Fraktionen im Vergleich zur gesamten Unterprobe etwa halb so groß ist. 

• die Bearbeitung der Grobfraktion (5,1 h) dabei noch etwas weniger aufwändig als die 

der Feinfraktion (5,5 h) ist. Dies korrespondiert mit den etwas unterschiedlichen Indi- 

viduenzahlen (Feinfraktion: 597; Grobfraktion: 469). 

• im Mittel die Grobfraktion 81% der Taxa der gesamten Unterprobe enthält. Der ent- 

sprechende Wert für die Feinfraktion liegt bei 77%. 

Die folgende Tabelle enthält eine Zusammenfassung für den Gesamtaufwand der untersuch- 

ten Varianten. 

Tab. 3.5: Zeitaufwand zur Bearbeitung der verschiedenen Fraktionen einer AQEM/STAR- 

Unterprobe. 

Feinfraktion 

< 2 mm 

Grobfraktion 

≥ 2 mm 

Unterprobe 

(gesamt) 

Probennahme [h] (n=123) O,75* O,75* O,75* 

Unterprobennahme [h] (n=123) 0,5* 0,5* 0,5* 

Sortierung [h] (n=123) 3,1 2,6 5,7 

Bestimmung [h] (n=70) 2,4 2,5 4,9 

Dateneingabe [h] (n=70) 0,5 0,5 0,75 

Gesamtaufwand[h] 7,25 6,85 12,6 

Taxazahl (n=70) 40 42 52 

Relative Taxazahl [%] (n=70) 77 81 100 

* = Die Werte für Probennahme und Unterprobennahme sind identisch, da erst in dem darauf- 

folgenden Schritt die Trennung in die Fraktionen erfolgt. 

Sehr wesentlich ist allerdings die Frage, welche Auswirkungen die Auftrennung in die beiden 

Fraktionen auf das Bewertungsergebnis (MMI) hat. Hierzu wurden für 30 Datensätze die 

MMI-Werte jeweils für AQEM/STAR-Gesamtprobe, -Grobfraktion und -Feinfraktion be- 

rechnet. Die Abb. 3.5 gibt die entsprechenden Ergebnisse wieder. 

Gemessen an AQEM/STAR-Gesamt erreicht die AQEM/STAR-Grobfraktion in 26 von 30 

Fällen (87%) dieselbe ökologische Zustandsklasse. Die mittlere Abweichung beträgt 6,1% 

(Standardabweichung ± 5,85%). Für die Feinfraktion liegen die Werte bei 27 von 30 (90%) 

bei einer mittleren Abweichung von 9,6% (Standardabweichung ± 5,63%). Die beiden Ver- 

fahren liefern demnach vergleichbare Ergebnisse. Vor dem Hintergrund der schnelleren und 

einfacheren Bearbeitung der Grobfraktion im Vergleich zur Feinfraktion (vgl. Tab. 3.5) be- 

schränken sich die folgenden Untersuchungen auf die Grobfraktion. 




1,00 

0,80 

0,60 

0,40 

0,20 

0,00 

Typ 1 Typ 19 Typ 3 Typ 5.1 Typ 9.2 

Proben nach Gewässertypen 

ökologische 


I - sehr gut 

II - gut 

III - mäßig 


V - schlecht 


AQEM/STAR-Grobfraktion 

AQEM/STAR-Feinfraktion 

Abb. 3.5: Bewertungsergebnisse der Sortiervarianten des AQEM/STAR-Protokolls. Aufge- 

tragen sind jeweils die MMI-Werte für AQEM/STAR-Gesamt, AQEM/STAR-Grobfraktion 

und AQEM/STAR-Feinfraktion nach Proben für die jeweiligen Gewässertypen. Die entspre- 

chenden ökologischen Zustandsklassen sind rechts eingeblendet. 

Fazit: 

Durch die Trennung der Unterprobe in eine Grob- und eine Feinfraktion und lediglich der 

Weiterbearbeitung der Grobfraktion wird der Arbeitsaufwand annähernd halbiert. Gleichzeitig 

verbleiben im Mittel 81% der Taxa in der Grobfraktion. In 87% der Fälle erreicht die Grob- 

fraktion dieselbe ökologische Zustandsklasse wie AQEM/STAR-Gesamt. Damit stellt die 

AQEM/STAR-Grobfraktion im Sinne der oben aufgestellten Hypothese ein praktikables und 

bewertungsstabiles Verfahren dar. 



3.4 AQEM/STAR-Sortierung im Vergleich mit anderen Sortiertechniken 

Die meisten Aufsammlungsmethoden produzieren sehr hohe Individuenzahlen. Eine vollstän- 

dige Aussortierung der Individuen aus der Probe ist daher mit einem hohen Aufwand verbun- 

den, der für die Praxis wenig geeignet ist. Um diesen Aufwand zu reduzieren, gibt es grund- 

sätzlich zwei verschiedene Herangehensweisen: 

• Es wird eine repräsentative Teilmenge entnommen und nur diese vollständig aussor- 

tiert oder 

• es werden von jedem (mit dem bloßen Auge) unterscheidbaren Taxon nur einige Ex- 

emplare aussortiert und die Häufigkeit dieser Taxa in der Probe geschätzt. 

Letztere Variante wird bei der biologischen Fließgewässerüberwachung in Deutschland seit 

langem angewandt und ist weit verbreitet. Dabei werden die Organismen im lebenden Zu- 

stand im Gelände sortiert (sog. Lebend-Sortierung). 

Bei der ersten Variante hingegen handelt es sich um ein Laborverfahren, d.h. die Proben wer- 

den im Gelände konserviert und im Labor aussortiert. Hierfür wurden die Techniken nach 

AQEM/STAR (vollständige Sortierung sowie Grobfraktion) und nach RIVPACS (nur Teil- 

sortierung) getestet. 

Insgesamt wurden also vier verschiedene Protokolle miteinander verglichen: Lebend- 

Sortierung, RIVPACS, AQEM/STAR-Gesamt und AQEM/STAR-Grobfraktion. 

Für diesen Sortiermethodenvergleich wurden alle Proben nach der AQEM/STAR-Methode 

entnommen. 

Anschließend wurden die verschiedenen Sortiertechniken paarweise gegeneinander getestet. 

Hierdurch konnten die jeweils miteinander verglichenen Verfahren stets auf dieselbe (Unter-) 

Probe zurückgreifen (Details zu den jeweiligen Sortierprotokollen sind in Abschnitt 2.2.2.1- 

2.2.2.3 erläutert). Überprüft wurden dabei folgende Aspekte: 

• Wie hoch ist der Zeitaufwand der jeweiligen Methode? 

• Wie hoch sind die Individuen- und Taxazahlen? und 

• Wie unterscheiden sich die Bewertungsergebnisse? 

Durch dieses Versuchsdesign wurde sichergestellt, dass mögliche Unterschiede in den Ergeb- 

nissen ausschließlich auf den Unterschieden der angewandten Sortiertechniken basieren und 

nicht auf unterschiedlichen Probennahmetechniken und/oder Proben. 



3.4.1 Methodenvergleich der RIVPACS- und AQEM/STAR-Sortierung 

Ziel dieses Vergleiches war, zu überprüfen, ob sich die aus RIVPACS- bzw. AQEM/STAR- 

Sortierung resultierenden Taxalisten und damit insbesondere die späteren Bewertungsergeb- 

nisse der Gewässer unterscheiden. Der Vergleich der beiden Sortiermethoden wurde jeweils 

an derselben Unterprobe einer nach AQEM/STAR-Aufsammlungsmethodik entnommenen 

Probe (siehe Abschnitt 2.1.1) durchgeführt. Insgesamt wurden 20 Unterproben der Gewässer- 

typen 1, 3 und 5.1 nach beiden Sortiervorschriften bearbeitet. 

Die in Abschnitt 2.1.2 beschriebene Vorschrift der AQEM/STAR-Sortierung fordert eine 

Trennung der zu sortierenden Unterprobe in eine Grob- (≥ 2 mm) und eine Feinfraktion (< 2 

mm). Die RIVPACS-Sortierung wurde somit nach dem oben beschriebenen Verfahren an 

beiden Fraktionen durchgeführt. Es ist davon auszugehen, dass durch die Auftrennung in 

Grob- und Feinfraktion das Ergebnis der RIVPACS-Sortierung verbessert wurde, da das Auf- 

finden und damit das Aussortieren kleinerer Organismen in einer homogeneren Fraktion i.d.R. 

leichter ist. Im Rahmen der RIVPACS-Sortierung (Abschnitt 2.2.2) wurden alle aussortierten 

Individuen mittels eines Handzählers gezählt und nach Fraktionen getrennt in verschiedene 

Gefäße sortiert. Das verbliebene Material wurde anschließend analog zum Sortierprotokoll 

nach 

AQEM/STAR (Abschnitt 2.1.2) vollständig ausgelesen und, nach Fraktionen getrennt, in se- 

parate Gefäße sortiert. Auch hierbei wurden alle Individuen gezählt. Dieser Vorgang wurde so 

lange wiederholt, bis Grob- und Feinfraktion der Unterprobe vollständig aussortiert waren. 

Bei Erreichen von insgesamt 700 Individuen (RIVPACS- inklusive AQEM/STAR- 

Sortierung) war das Kriterium der Unterprobe erfüllt und der Sortiervorgang abgeschlossen. 

War dies nicht der Fall, wurde der Anteil der Unterprobe erhöht (siehe Abschnitt 2.1.2) und 

die Sortierung nach beschriebenem Muster fortgesetzt. 

Die ausgelesenen Individuen wurden dann jeweils getrennt nach Sortiermethode sowie Grob- 

und Feinfraktion bestimmt. Ebenfalls wurden alle Sortier- und Bestimmungszeiten separat 

nach Methode und Fraktion notiert. 

Im Rahmen der RIVPACS-Sortierung wurden die aus den Bestimmungsergebnissen resultie- 

renden Taxalisten beider Fraktionen vereint und anschließend das Ergebnis der teilsortierten 

Unterprobe auf die gesamte Unterprobe hochgerechnet (Abschnitt 2.2.2). 

Das Ergebnis der AQEM/STAR-Sortierung wurde getrennt nach Fraktionen ermittelt. So 

wurde zunächst eine Taxaliste für alle (inklusive der im Rahmen der RIVPACS-Sortierung) 

ausgesuchten Individuen aus der Grobfraktion (AQEM/STAR-Grobfraktion) erstellt. In einem 

zweiten Schritt wurde die Taxaliste aller Individuen aus der vollständig sortierten Unterprobe 

erstellt (AQEM/STAR-Gesamt). Anschließend wurden die Ergebnisse der Unterprobe (beider 

Sortiermethoden) auf die Gesamtprobe (Flächenbezug: 1,25 m 2 ) hochgerechnet und die im 

Gelände entnommenen und bestimmten Einzelexemplare (Abschnitt 2.1.1) hinzu addiert. 

Auch für die Bestimmung der Einzelexemplare wurden die Bearbeitungszeiten notiert. Die 



aus den Taxalisten resultierenden Bewertungsergebnisse der Gewässer wurden mit Hilfe der 

im UBA-Projekt 2 entwickelten multimetrischen Indizes berechnet. 

Tab. 3.6: Vergleich der Sortiervorschriften nach AQEM/STAR und RIVPACS; durchschnittli- 

che Bearbeitungszeiten mit Angaben zur Anzahl ausgelesener und bestimmter Individuen so- 

wie zu Taxazahlen in Abhängigkeit von der Sortiermethode. 

n = 20 

Sortierung 

[h] 

Bestimmung 

[h] 

Mittlere 

Individuenzahl * 

Mittlere 

Taxazahl 

Relative Ta- 

xazahl [%] 

AQEM/STAR-Gesamt 9,1 4,9 1411 54 100 

AQEM/STAR-Grobfraktion 3,0 2,4 544 42 78 

RIVPACS 2,3 2,0 385 39 72 

* = tatsächlich aussortierte (nicht hochgerechnete) Individuen 

Der bereits weiter oben beschriebene Effekt, dass eine Reduktion auf die Grobfraktion mit 

einer deutlichen Zeitersparnis einhergeht, wird auch durch diesen Datensatz bestätigt (Tab. 

3.6). Gleiches gilt für relative und absolute Taxazahlen. Die etwas höhere Individuenzahl 

(vgl. mit Tab. 3.4) bei AQEM/STAR-Gesamt hängt mit einigen wenigen sehr individuenrei- 

chen Proben zusammen, die zudem einen überproportionalen Anteil an Jungstadien enthiel- 

ten. Das RIVPACS-Sortierverfahren ist etwas schneller als die AQEM/STAR-Vorschrift. Al- 

lerdings sind auch Individuen und Taxazahlen etwas niedriger. 

Wie bereits weiter oben festgestellt, ist AQEM/STAR-Gesamt zwar am aufwändigsten, liefert 

aber auch die höchsten Individuen- und Taxazahlen. Es ist daher davon auszugehen, dass die- 

ses Verfahren der Realität am nächsten kommt. Aus diesem Grunde, und weil es letztlich hier 

nur um den Vergleich der beiden deutlich schnelleren Vorschriften AQEM/STAR- 

Grobfraktion und RIVPACS geht, wurde AQEM/STAR-Gesamt als Richtwert genutzt, also 

als „korrektes“ Bewertungsergebnis angesehen. 

Im Folgenden sind die mittleren Abweichungen der einzelnen Metrics des MMI der 

AQEM/STAR-Grobfraktion bzw. RIVPACS-Sortierung von den entsprechenden Werten von 

AQEM/STAR-Gesamt wiedergegeben (Abb. 3.6). 

2 UBA-Projekt: „Weiterentwicklung und Anpassung des nationalen Bewertungssystems für Makrozoobenthos an 

neue internationale Vorgaben“ 



% Abweichung 

% Abweichung 

30 

20 

10 

0 

-10 

-20 

-30 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

Abweichung Typ 1 

GFI D04 % epirhithral % lithal % gath/coll %-xeno % 

crustacea 

Core Metrics - N =1 

Mittlere Abweichung Typ 3 

AQEM/STAR- 

Grobfraktion 

RIVPACS 

GFI_D04 % Plecoptera RTI SW Diversity szo_HK 


AQEM/STAR- 

Grobfraktion 

RIVPACS 

Abb. 3.6 (Seite 27-28): Mittlere prozentuale Abweichung der „Core Metric“-Ergebnisse der 

AQEM/STAR-Grobfraktion und der RIVPACS-Sortierung von AQEM/STAR-Gesamt (ge- 

trennt nach Gewässertyp). 

Erläuterung der „Core Metrics“: % crus = prozentualer Anteil Crustacea-Individuen; % epirhithral = prozentua- 

ler Anteil Epirhithral präferierender Individuen; % EPT HK = prozentualer Anteil Ephemeroptera-, Plecoptera-, 

Trichoptera-Individuen nach Häufigkeitsklassen; % gath/coll = prozentualer Anteil Sammler; % lithal = prozen- 

tualer Anteil lithal präferierender Individuen; % metarhithral = prozentualer Anteil Metarhithral präferierender 

Individuen; % pelal = prozentualer Anteil Pelal präferierender Individuen; % Plec = prozentualer Anteil Plecop- 

tera-Individuen; cupRP_HK = prozentualer Anteil rheophiler Individuen nach Häufigkeitsklassen; GFI D01 = 

German Fauna Index D01; GFI D05 = German Fauna Index D05; GFID04 = German Fauna Index D04; 

no_pleco = Anzahl Plecoptera-Taxa.; p_shred = prozentualer Anteil Zerkleinerer-Individuen; rheo IZ = Rheoin- 

dex nach Banning (Individuenzahl); RTI = Rhithron-Typie-Index; SW Diversity = Shannon-Wiener Diversity; 

szo_HK = prozentualer Anteil oligosaprober Individuen nach Häufigkeitsklassen; szx_HK = prozentualer Anteil 

xenosaprober Individuen nach Häufigkeitsklassen; xeno % = prozentualer Anteil xenosaprober Individuen 



% Abweichung 

70 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

-10 

Mittlere Abweichung Typ 5.1 

SW Diversity GFI_D04 szx_HK % Plecoptera 


AQEM/STAR- 

Grobfraktion 

RIVPACS 

Bei einer Abweichung von 20% wird in Bezug auf ein einzelnes Metric in jedem Fall eine 

Klassengrenze überschritten. Bei der RIVPACS-Sortierung ist dies bei 5 von 14 Metrics 

(36%) der Fall. Bei der AQEM/STAR-Grobfraktion wird dieser Wert in 4 von 14 Fällen 

(29%) überschritten. 

Aus diesen Metrics wurden für die je 20 Datensätze zu AQEM/STAR-Gesamt, 

AQEM/STAR-Grobfraktion sowie RIVPACS die Bewertungsergebnisse (MMI) berechnet 

(Abb. 3.7). 




1,0 

0,8 

0,6 

0,4 

0,2 

0,0 

Typ 1 Typ 3 Typ 5.1 


ökologische 




RIVPACS 

I - sehr gut 

II - gut 

III - mäßig 


V - schlecht 

Abb. 3.7: Bewertungsergebnisse nach Sortiermethoden. Aufgetragen sind jeweils die MMI- 

Werte für AQEM/STAR-Gesamt, AQEM/STAR-Grobfraktion und RIVPACS-Sortierung 

nach Proben für die jeweiligen Gewässertypen. Die entsprechenden ökologischen Zustands- 

klassen sind rechts eingeblendet. 

Das RIVPACS-Verfahren gelangt in 3 von 20, die AQEM/STAR-Grobfraktion in 4 von 20 

Fällen zu einem anderen Bewertungsergebnis als AQEM/STAR-Gesamt. Die Abweichungen 

betragen jeweils eine Zustandsklasse (in beiden Verfahren Abweichungen sowohl nach oben 

wie auch nach unten). 

Die mittlere Abweichung des RIVPACS-Verfahrens (von AQEM/STAR-Gesamt) beträgt 

5,8% (Standardabweichung: ± 10,1%), die der AQEM/STAR-Grobfraktion 6,7% (Standard- 

abweichung: ± 5,8%). 

3.4.2 Methodenvergleich der Lebend- und AQEM/STAR-Sortierung 

Ziel dieses Vergleichs war zu erkennen, welche Unterschiede sich ergeben, wenn 

• im Gelände ein Teil der Organismen einer Unterprobe im lebenden Zustand sortiert 

werden (modifizierte Lebend-Sortierung nach BRAUKMANN 2000) und 

• anschließend dieselbe Unterprobe im Labor nach der AQEM/STAR-Sortiervorschrift 

bearbeitet wird. 



Insgesamt wurde dieser Vergleich an 20 Proben verschiedener Gewässertypen (Typen 1, 3, 

5.1, 9.2 und 18) durchgeführt. Um die Lebend-Sortierung im Rahmen des Methodenver- 

gleichs an einer Probe durchzuführen, wurde die nach der AQEM/STAR- 

Aufsammlungsmethode genommene Probe zunächst wie folgt behandelt: Nach der Proben- 

nahme wurde die Gesamtprobe über dem Unterproben-Sieb ausgebreitet und in die passende 

Weißschale gestellt. Unter Zugabe von Wasser wurde die Probe aufgeschwemmt und der An- 

teil geschätzt, der den Kriterien einer Unterprobe (1/6 der Gesamtprobe und mindestens 700 

Individuen) entspricht. Das Substrat auf der entsprechenden Anzahl von Feldern wurde nach 

der in Abschnitt 2.1.2 erläuterten Vorgehensweise entnommen und an diesem Material (Un- 

terprobe) die Lebend-Sortierung durchgeführt. Das nach der Lebend-Sortierung verbliebene 

Material der Unterprobe wurde nicht verworfen, sondern weiter bearbeitet: Es wurden nach 

den in Abschnitt 2.1.2 genannten Kriterien Einzelexemplare entnommen und getrennt konser- 

viert. Der verbleibende Rest der Unterprobe wurde zur weiteren Bearbeitung ins Labor ge- 

bracht. 

Die im Rahmen der Lebend-Sortierung entnommenen Belegexemplare wurden im Labor be- 

stimmt und anschließend wieder vorsichtig in die Unterprobe gemischt. Daraufhin wurde die- 

selbe Unterprobe nach der in Abschnitt 2.1.2 (AQEM/STAR-Sortiervorschrift) erläuterten 

Methode aufgearbeitet. 

Da das Ergebnis der Lebend-Sortierung auf Häufigkeitsklassen basiert, mussten diese für die 

Berechnung der Bewertungsergebnisse in mittlere Individuenzahlen umgerechnet werden 

(z.B. Häufigkeitsklasse 3 in 30 Individuen). Die so erhaltenen Individuenzahlen wurden an- 

schließend auf die Gesamtprobe (unter Berücksichtigung des Anteils der Unterprobe) hochge- 

rechnet. 

Das Ergebnis der AQEM/STAR-Sortierung wurde wiederum getrennt nach Fraktionen ermit- 

telt (siehe Abschnitt 3.4.1). So wurden Taxalisten für die gesamte nach AQEM/STAR sortier- 

te Unterprobe (AQEM/STAR-Gesamt) und für die AQEM/STAR-Grobfraktion erstellt. Die 

Hochrechnung der Ergebnisse und Berechnung der Bewertungsergebnisse erfolgt analog der 

Vorgehensweise in Abschnitt 3.4.1. 

Tab. 3.7: Sortiervorschriften nach AQEM/STAR im Vergleich mit der Lebend-Sortierung; 

Bearbeitungszeiten mit Angaben zur Anzahl ausgelesener und bestimmter Individuen sowie zu 

Taxazahlen in Abhängigkeit von der Sortiermethode. 

n = 20 

Sortierung 

[h] 

Bestimmung 

[h] 

Mittlere 

Individuenzahl* 

Mittlere 

Taxazahl 

Relative Taxa- 

zahl [%] 

AQEM/STAR-Gesamt 7,7 5,7 1891 58 100 

AQEM/STAR-Grobfraktion 3,1 3,7 959 45 78 

Lebend-Sortierung 0,7 1,0 225 28 48 

* = tatsächlich aussortierte (nicht hochgerechnete) Individuen 



Auch dieser Datensatz (Tab. 3.7) zeigt für beide Varianten des AQEM/STAR-Verfahrens 

(Gesamt und Grobfraktion) sehr ähnliche mittlere Taxazahlen, wie jene aus dem großen Da- 

tensatz (vgl. Tab. 3.4). Gleiches gilt für die deutliche Reduktion des Zeitaufwands für die 

Grobfraktion im Vergleich zu AQEM/STAR-Gesamt. Die bei AQEM/STAR-Gesamt und 

AQEM/STAR-Grobfraktion überdurchschnittlich hohen Individuenzahlen hängen damit zu- 

sammen, dass der Unterprobenanteil (1/6 und mindestens 700 Individuen) im Gelände ge- 

schätzt werden musste. Diese Schätzung wurde bewusst etwas großzügig durchgeführt, um 

stets die erforderlich Mindestindividuenzahl zu erreichen. 

Das Lebend-Sortierverfahren ist im Vergleich zur AQEM/STAR-Grobfraktion deutlich 

schneller, liefert aber auch nur knapp 50% der Taxa. 

Die folgende Abbildung stellt wieder die mittleren Abweichungen der einzelnen Metrics des 

MMI der AQEM/STAR-Grobfraktion bzw. Lebend-Sortierung von den entsprechenden Wer- 

ten von AQEM/STAR-Gesamt dar (Abb. 3.8). 



% Abweichung 

% Abweichung 

100 

80 

60 

40 

20 

0 

-20 

-40 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

-10 


xeno % GFI D04 % lithal % gath/coll % crus % epirhithral 

Core metric - N =5 


222 

AQEM/STAR- 

Grobfraktion 

Lebend-Sortierung 

RTI GFI D04 % Plec szo_HK SW Diversity 


AQEM/STAR- 

Grobfraktion 


Abb. 3.8 (Seite 32-33): Mittlere prozentuale Abweichung der „Core Metric“-Ergebnisse der 

AQEM/STAR-Grobfraktion und der Lebend-Sortierung von AQEM/STAR-Gesamt (getrennt 

nach Gewässertyp; zur Erläuterungen der einzelnen Metrics siehe Abb. 3.6). 



% Abweichung 

% Abweichung 

% Abweichung 

60 

50 

40 

30 

20 

10 

0 

-10 

15 

10 

5 

0 

-5 

-10 

-15 

-20 

-25 

-30 

-35 

40 

30 

20 

10 

0 

-10 

-20 

-30 

-40 

Mittlere Abweichung Typ 5.1 

107 

SW Diversity GFI D04 % Plec szx_HK 


Abweichung Typ 9.2 

rheo IZ % EPT HK SW Diversity % meta 

rhithral 

SW 

Diversity 



190 

AQEM/STAR- 

Grobfraktion 


AQEM/STAR- 

Grobfraktion 


GFI D05 % pelal 

cupRP_HK p_shred GFI D01 %EPT_HK no_pleco 

Core Metric - N =3 

AQEM/STAR- 

Grobfraktion 




Bei der Lebend-Sortierung tritt in 11 von 27 Fällen (41%) eine Abweichung von mindestens 

20% auf (bei einer Abweichung von 20% wird in Bezug auf ein einzelnes Metric in jedem 

Fall eine Klassengrenze überschritten). Bei der AQEM/STAR-Grobfraktion ist dies bei 7 von 

27 Metrics (26%) der Fall. Letzterer Wert liegt in der gleichen Größenordnung wie der 

entsprechende Wert aus dem Vergleich mit der RIVPACS-Sortierung (dort für 

AQEM/STAR-Grobfraktion: 29%). 

Aus diesen Metrics wurden ebenfalls für die je 20 Datensätze zu AQEM/STAR-Gesamt, 

AQEM/STAR-Grobfraktion sowie Lebend-Sortierung die Bewertungsergebnisse (MMI) be- 

rechnet. Die entsprechenden ökologischen Zustandsklassen sind rechts eingeblendet (Abb. 

3.9). 


1 

0,8 

0,6 

0,4 

0,2 

0 

Typ 1 Typ 3 Typ 5.1 Typ 9.2 Typ 18 



ökologische 


I - sehr gut 

II - gut 

III - mäßig 


V - schlecht 



Abb. 3.9: Bewertungsergebnisse nach Sortiermethoden. Aufgetragen sind jeweils die MMI- 

Werte für AQEM/STAR-Gesamt, AQEM/STAR-Grobfraktion und Lebend-Sortierung nach 

Proben für die jeweiligen Gewässertypen. Die entsprechenden ökologischen Zustandsklassen 

sind rechts eingeblendet. 

Beim Lebend-Sortierverfahren kommt es in 8 von 20 Fällen zu einer Fehleinstufung, bei 

AQEM/STAR-Grobfraktion lediglich in einem von 20. Die Abweichungen betragen jeweils 

eine Zustandsklasse (beim Lebend-Sortierverfahren sowohl nach oben als auch nach unten). 



Die mittlere Abweichung des Lebend-Sortierverfahrens von AQEM/STAR-Gesamt beträgt 

13,6% (Standardabweichung: ± 11%), die der AQEM/STAR-Grobfraktion 5,2% (Standard- 

abweichung: ± 5,2%). 

3.4.3 Zusammenfassung des Sortiermethodenvergleiches 

Die folgende Tabelle 3.8 enthält komprimiert die Daten der Tabellen 3.4, 3.6 und 3.7 und gibt 

eine Übersicht über die wesentlichen Ergebnisse der Methodenvergleichsuntersuchungen. 

Tab. 3.8: Übersicht wichtiger Eckdaten zum Sortiermethodenvergleich. 

Zeitaufwand [h] 

(Sortierung + Bestimmung) 

Mittlere Individuenzahl** 

Mittlere Taxazahl 

Relative Taxazahl [%] 

„Richtige“ ökologische Zu- 

standsklasse [%] 

AQEM/STAR- 

Gesamt 

10,6 

(n=70) 

1066 

(n=70) 

52 

(n=70) 

100 

(n=70) 

(Richtwert) 

AQEM/STAR- 

Grobfraktion ≥ 2 mm 

5,1 

(n=70) 

469 

(n=70) 

42 

(n=70) 

81 

(n=70) 

87 

(n=70)* 

* = Ergebnis aus beiden Sortiervergleichen sowie den Daten aus Abschnitt 3.3.1 

** = tatsächlich aussortierte (nicht hochgerechnete) Individuen 

RIVPACS Lebend 

4,3 

(n=20) 

385 

(n=20) 

39 

(n=20) 

72 

(n=20) 

85 

(n=20) 

1,7 

(n=20) 

225 

(n=20) 

28 

(n=20) 

48 

(n=20) 

60 

(n=20) 

Die beiden Laborsortierungsverfahren AQEM/STAR-Grobfraktion und RIVPACS liefern 

insgesamt vergleichbare Werte. Das RIVPACS-Verfahren ist etwas weniger zeitaufwändig, 

liefert aber auch geringere Individuen- und Taxazahlen. Auch im Hinblick auf die „richtige“ 

ökologische Zustandsklasse ist der Unterschied gering (AQEM/STAR 87%, RIVPACS 85%). 

Ganz anders fallen die Werte für das Lebend-Sortierverfahren aus: Diese Methodik ist im 

Vergleich zu den beiden Laborverfahren wesentlich weniger zeitaufwändig. Allerdings ist 

hier eine deutliche Abnahme der Individuen- und Taxazahlen festzustellen. Die „richtige“ 

ökologische Zustandsklasse wird lediglich in 60% der Fälle erreicht. 

3.5 Fazit der Methodenvergleichsuntersuchungen 

Die Ergebnisse der Methodenvergleichsuntersuchungen für die Gesamtprotokolle (Abschnitt 

3.2.1) zeigen deutlich, dass die Anwendung verschiedener Methoden zu unterschiedlichen 

Ergebnissen führt. Die Notwendigkeit einer standardisierten Methode ist damit evident. 

Es stellt sich nun die Frage: Wie soll diese Methode aussehen? 

Hierzu wird zunächst zwischen den beiden Bereichen „Aufsammlungsmethode“ und „Sor- 

tiermethode“ unterschieden. 



Aufsammlungsmethode 

Wie bereits oben erwähnt, war es nicht möglich, sämtliche Aufsammlungsmethoden in den 

Vergleich einzubeziehen. Allerdings lassen sich einige Vor- und Nachteile unterschiedlicher 

Aufsammlungsmethoden auch empirisch herleiten. 

Eine entscheidende Eigenschaft einer Aufsammlungsmethode ist ein möglichst hoher Grad an 

Reproduzierbarkeit. Die Reproduzierbarkeit muss dabei sowohl qualitative wie quantitative 

Aspekte berücksichtigen. Für den qualitativen Aspekt ist insbesondere die (paritätische) Be- 

rücksichtigung der unterschiedlichen Habitate einer Probestelle bedeutend. Der quantitative 

Aspekt beinhaltet ein möglichst konstantes Probenvolumen. 

Die AQEM/STAR-Aufsammlungsvorschrift erfüllt diese Anforderungen: 

• Das zugrunde liegende Multi-Habitat-Sampling mit den 20 Teilproben berücksichtigt 

in standardisierter Form die unterschiedlichen Substrate einer Probestelle (qualitativer 

Aspekt). 

• Die Größe einer Teilprobe (0,25 x 0,25 m) und damit die Größe der Gesamtprobe sind 

ebenfalls festgelegt (quantitativer Aspekt). 

Andere Verfahren wie beispielsweise die RIVPACS-Aufsammlungsvorschrift sind wesentlich 

variabler. Die hier zugrunde liegende Zeitsammelmethode liefert in Abhängigkeit der 

Substrate unterschiedliche Ergebnisse (Probenvolumina). Gleiches gilt für andere, zeitbasierte 

Methoden. 

In anderen Verfahren ist zwar der Umfang festgelegt, nicht aber, wo genau die Proben (also 

aus welchem Habitat) zu entnehmen sind. 

Aus diesen Gründen wird die AQEM/STAR-Aufsammlungsmethode als Standardverfahren für 

die Erhebung von Makrozoobenthosdaten aus Fließgewässern vor dem Hintergrund der EU- 

WRRL vorgeschlagen. 

Sortiermethode 

Verbleibt die Frage nach einer geeigneten Sortiermethode. Hierfür wurden zusätzlich der zeit- 

liche Aufwand für die einzelnen Schritte sowie die damit verbundenen Kosten zusammenge- 

stellt (Tab. 3.9). Die Kosten wurden getrennt nach Personengruppen (Hilfskraft für einfache 

Arbeiten, TA für mittlere Arbeiten, Wissenschaftler für anspruchsvollere Arbeiten) ermittelt. 



Tab. 3.9: Aufwand und Kosten verschiedener (Sortier-) Methoden. 

Aufsammlung und Un- 

terprobennahme 2 

Lebend RIVPACS AQEM/STAR- 

Grobfraktion 

Zeit [h] Person 1 Kosten 

1,25 2 

[€] 

Wi 62,50 1,25 2 


[€] 

Wi 62,50 1,25 2 


[€] 

Wi 62,50 

Sortierung 0,7 Wi 35 2,3 TA 69 2,6 Hi 39 

Bestimmung 1,0 Wi 50 2,0 Wi 100 2,5 Wi 125 

Dateneingabe 0,5 TA 15 0,5 TA 15 0,5 TA 15 

Gesamtaufwand 3,45 162,50 6,05 246,50 6,85 241,50 

1 : Hi (Hilfskraft) =15 €/h; TA=30 €/h; Wi (Wissenschaftler)=50 €/h 

2 : Aufsammlung und Unterprobennahme immer nach AQEM/STAR 

Die Gesamt(Personal)kosten für eine Makrozoobenthosprobe, die nach der Lebend- 

Sortiervorschrift bearbeitet wurde, betragen demnach 162,50 Euro. Die entsprechenden Werte 

für RIVPACS und AQEM/STAR-Grobfraktion sind 246,50 Euro, bzw. 241,50 Euro. Damit 

ist das Lebend-Sortierverfahren nicht nur das schnellste, sondern auch das preiswerteste. Al- 

lerdings wurde bereits weiter oben festgestellt, dass das Lebend-Sortierverfahren eine hohe 

Fehleinstufungsquote aufweist (40%). 

Es muss jedoch darauf hingewiesen werden, dass es keine Standard-Lebend-Sortiervorschrift 

gibt. So liegen die durchschnittlichen Sortierzeiten im Gelände, z.B. bei der in Bayern ange- 

wandten Variante, deutlich über dem o.g. Wert (FISCHER, mündl. Mitteilung 2004). Es ist 

davon auszugehen, dass mit einem erhöhten Sortieraufwand auch die Individuen und Taxa- 

zahlen steigen und damit letztlich die Fehleinstufungsquote deutlich gesenkt werden kann. 

Andererseits ist mit einer Erhöhung des Sortieraufwandes und damit der Individuen- und Ta- 

xazahlen auch eine Erhöhung der Kosten verbunden. Steigt die Sortierzeit auf 1,5h und der 

Bestimmungsaufwand auf 2h, erhöht sich (auf der Grundlage der in Tab. 3.9 wiedergegebe- 

nen Kosten) der Gesamtaufwand für diese Methode auf 252,50 Euro. Damit wäre das Lebend- 

Sortierverfahren das teuerste. 

Es gibt aber noch weitere Gründe, die gegen ein solches Verfahren sprechen. 

Die Sortierqualität im Gelände ist von zwei Faktoren abhängig: 

• Den Kenntnissen des Bearbeiters und 

• den (Witterungs- und Licht-) Verhältnissen vor Ort. 

Bei dem ersten Punkt kommt zum Tragen, dass Bearbeiter mit guten taxonomischen Kennt- 

nissen eine größere Zahl unterschiedlicher Taxa in einer Probe erkennen und damit heraus- 

nehmen und quantifizieren als weniger versierte Bearbeiter. 



Beim zweiten Punkt gilt es zu beachten, dass für den Sortiererfolg darüber hinaus auch die 

Lichtverhältnisse eine entscheidende Rolle spielen. Unterschiedliche Lichtverhältnisse kön- 

nen durch unterschiedliche Witterungen (Sonnenschein, Bewölkung, etc.) oder verschiedene 

Beschattungsgrade an der Probestelle (starke Beschattung im Wald, fehlende auf Wiese, etc.) 

hervorgerufen werden. Nicht zu unterschätzen ist auch der Faktor, dass bei widrigen Witte- 

rungsverhältnissen die Motivation eines Bearbeiters und damit sein Sortiererfolg geringer sind 

(RAWER-JOST 2001). 

Allein die genannten Faktoren führen zu einer nicht unerheblichen Variabilität des Lebend- 

Sortierverfahrens, was vor dem Hintergrund der hohen Bedeutung der Bewertungsergebnisse 

nicht tolerabel erscheint. 

Ein weiterer Grund, der gegen dieses Verfahren spricht, ist eine schwerer durchführbare Qua- 

litätssicherung. Das im Gelände nach Aussortierung verbleibende Material wird verworfen. 

Dadurch lässt sich weder feststellen, ob sämtliche Taxa herausgelesen wurden, noch ob die 

richtige Anzahl berücksichtigt wurde. Dieser Faktor ließe sich dann reduzieren, wenn als Auf- 

lage die Mitnahme des Sortierrückstandes vorgeschrieben würde. Diese Auflage verursacht 

allerdings zusätzliche Kosten. Zudem müsste der Sortierrückstand konserviert werden, was 

wiederum für die Qualitätssicherung problematisch ist, da dann eine lebend sortierte Probe an 

einer konservierten Probe überprüft werden müsste. 

Verbleiben also noch die beiden Laborsortiervorschriften RIVPACS und AQEM/STAR- 

Grobfraktion. Die Unterschiede zwischen den beiden Methoden sind vergleichsweise gering, 

wobei die AQEM/STAR-Sortiervorschrift (Grobfraktion) geringfügig kostengünstiger ist. Es 

gibt allerdings drei weitere Argumente, die gegen das RIVPACS-Sortierverfahren sprechen: 

• Das Verfahren ist im Vergleich zu AQEM/STAR deutlich komplexer. Es ist daher 

notwendig, das (Sortier-) Personal für diese Aufgabe zu schulen, was wiederum zu- 

sätzlich Kosten verursacht. 

• Das Verfahren ist variabler als AQEM/STAR. Der Bearbeiter muss entscheiden, wie 

groß der Anteil des auszusortierenden Materials ist (1/4, 1/2 ...). Darüber hinaus muss 

der Bearbeiter schon bei der Sortierung über gute taxonomische Kenntnisse verfügen, 

da er in dem nicht vollständig aussortierten Teil der Probe bisher noch nicht berück- 

sichtigte Taxa erkennen muss. Für eine solche Tätigkeit ist daher ein TA notwendig, 

während die AQEM/STAR-Sortierung auch von einer Hilfskraft durchgeführt werden 

kann. 

• Wie bei dem Lebend-Sortierverfahren können auch bei der RIVPACS- 

Sortiervorschrift unterschiedliche taxonomische Kenntnisse der Bearbeiter zu ver- 

schiednen Ergebnissen führen. 

Aus diesen Gründen wird die Sortiervorschrift „AQEM/STAR-Grobfraktion“ als Standardme- 

thode vorgeschlagen. 



Gesamtfazit 

Für die Umsetzung der EU-WRRL wird für Makrozoobenthosuntersuchungen in Fließ- 

gewässern die im Rahmen des hier vorliegenden Projektes modifizierte Methode nach 

AQEM/STAR empfohlen. Eine ausführliche Methodenbeschreibung für alle relevanten 

Bereiche (Aufsammlung, Unterprobennahme, Sortierung, etc.) ist in Abschnitt 4 wie- 

dergegeben. 

Für 2004 ist im Rahmen des neuen LAWA-Projektes O 3.04 3 eine Erprobung der hier entwi- 

ckelten Methodik sowie der im Rahmen des UBA-Projektes 4 entwickelten Bewertungsverfah- 

ren vorgesehen. Hierbei besteht die Möglichkeit, das Bewertungsverfahren im Hinblick auf 

die hier vorgeschlagene Methodik feinzujustieren. 

Abschließend noch folgende Anmerkung: 

Bei den in Tabelle 3.9 wiedergegebenen Kosten handelt es sich um reine Personalkosten. Für 

die Ermittlung der Gesamtkosten einer Probe müssen eine Reihe weiter Kostenfaktoren be- 

rücksichtigt werden. Hierzu gehören u.a. Fahrtkosten, Verbrauchsmaterialen, ggf. Begleitper- 

son für Probennahmen in größeren Gewässern, Mehrwertsteuer, etc. 

Für den Methodenvergleich ist eine Berücksichtigung dieser Kosten nicht notwendig, da sie 

in allen getesteten Verfahren gleich hoch sind. 

3 LAWA-Projekt O 3.04: „Bundesweite Anwendung und Erprobung der neu entwickelten Verfahren zur Fließ- 

gewässerbewertung mit dem Makrozoobenthos gemäß EU-WRRL (bundesweiter Praxistest)“ 

4 UBA-Projekt: : „Weiterentwicklung und Anpassung des nationalen Bewertungssystems für Makrozoobenthos 

an neue internationale Vorgaben“ 



4 Vorschlag einer standardisierten Methodik 

4.1 Aufsammlungsmethode nach AQEM/STAR für Bäche und Flüsse 

Die im Folgenden vorgestellte Aufsammlungsmethode ist im Wesentlichen gleichermaßen für 

durchwatbare sowie nicht durchwatbare Bäche und Flüsse anzuwenden. Die geringen Modifi- 

kationen, die sich für die Beprobung der nicht durchwatbaren Gewässer ergeben, werden am 

Ende des Abschnitts 4.1.3.2 erläutert. 

4.1.1 Wahl des Probennahmezeitpunktes 

Der Probennahmezeitpunkt orientiert sich an der Einzugsgebietsgröße des Gewässers. Als 

günstigster Probennahmezeitpunkt für größere Fließgewässer mit einem Einzugsgebiet > 

1000 km 2 wird der Frühsommer (Juni, ggf. Juli) angesehen. Für kleinere Fließgewässer mit 

einem EZG < 1000 km 2 liegt der günstigste Probennahmezeitpunkt im März/April, unter Um- 

ständen kann eine Beprobung auch schon ab Mitte Februar durchgeführt werden. Grundsätz- 

lich sollte eine Probennahme nicht bei oder unmittelbar nach Trockenfallen des Gewässers 

durchgeführt werden. Das gleiche gilt für Hochwassersituationen – die Beprobung sollte idea- 

ler weise bei einem Abfluss, der geringer ist als der Mittelwasserabfluss, durchgeführt wer- 

den. 

4.1.2 Auswahl der Probestelle 

Als Probestelle wird ein Bereich des Gewässers ausgewählt, der typisch für einen längeren 

Gewässerabschnitt ist. Der betrachtete Gewässerabschnitt sollte dabei mehrere hundert Meter 

lang sein. Wechseln in diesem z.B. mehrfach Schnellen (riffle-) und Stillen (pool- Sequenzen) 

einander ab, so sollten diese Strukturen auch in der späteren Probestelle vorhanden sein. Die 

Länge der Probestelle sollte 20-50 Meter in Bächen (10-100 km 2 Einzugsgebietsgröße) und 

50-100 Meter in kleinen und großen Flüssen (100-10000 km 2 ) betragen. 

4.1.3 Beschreibung der Probennahme 

Im Folgenden wird zunächst in einer kurzen Übersicht die Methode vorgestellt, nach der die 

Proben genommen und ausgewertet werden. Nähere Erläuterungen zu den einzelnen Bearbei- 

tungsschritten werden in den folgenden Kapiteln dargestellt. Zum besseren Verständnis ist 

jedoch die Kenntnis über den groben Ablauf von Vorteil. 

Die Methode sieht vor, die Habitate proportional zu ihrem Vorkommen an der Probestelle zu 

beproben (Multi-Habitat-Sampling). Hierzu wurden zunächst alle Habitate in 5%-Stufen kar- 

tiert. Jedes 5%-Habitat entspricht einer Teilprobe; insgesamt besteht die Gesamtprobe aus 20 

Teilproben, die gemeinsam ausgewertet werden. Die Größe einer Teilprobe umfasst eine Flä- 

che von 0,25 x 0,25 m, insgesamt wird demnach eine Fläche von 1,25 m 2 beprobt. Die Pro- 



bennahme wird im Wesentlichen nach der Methode des Kicksampling (BARBOUR et al. 1999) 

entnommen. Mit Hilfe einer Schwemmtechnik wird die mineralische Fraktion abgetrennt und 

noch im Gelände verworfen. Aus der organischen Fraktion (inkl. der Organismen) wird im 

Labor eine Unterprobe entnommen, die in eine Grob- (≥ 2 mm) und eine Feinfraktion (< 2 

mm) getrennt wird. Aus der Grobfraktion (mindestens 1/6 der Gesamtprobe und mindestens 

350 Individuen) werden sämtliche Organismen nach Ordnungen getrennt ausgelesen und nach 

den Kriterien der operationellen Taxaliste bestimmt. 

Aufgrund der Tatsache, dass in vielen Fällen nur ein vergleichsweise kleiner Anteil der Ge- 

samtprobe für die Auswertung benötigt wird und daher nicht selten viele Tiere unnötig getötet 

werden, wird zudem ein Alternativverfahren beschrieben. Hierbei erfolgt bereits im Gelände 

die Auftrennung in Grob- und Feinfraktion sowie ggf. eine weitere Reduktion des Probenma- 

terials. 

4.1.3.1 Technische Ausstattung für die Probennahme 

Für die Probennahme wird ein langstieliger Kescher mit einem rechteckigen Rahmen von 25 

x 25 cm verwendet. Das sackförmige Netz des Keschers, in dem die Organismen gefangen 

werden, besteht aus einer Gaze mit einer Maschenweite von 500 µm und hat eine Tiefe von 

ca. 70 cm. Für die weiteren Schritte der Probennahme sowie der Aufarbeitung der Probe im 

Gelände werden weitere Materialien benötigt. 

Die folgende Liste enthält eine Zusammenstellung aller benötigten Materialien für die Arbeit 

im Gelände: 

• langstieliger Kescher (Rahmen 25 x 25 cm; Maschenweite 500 µm) 

• Feldprotokoll 

• zwei bis drei 10-Liter Eimer 

• zwei große Weißschalen (Maße: ca. 30 x 50 cm) 

• mehrere Probengefäße, möglichst weithalsig (Volumen 1-2 Liter) 

• Handsieb (Maschenweite 500 µm) 

• Trichter zum Aufsetzen auf die Probengefäße 

• 2-3 Sortiergefäße für die Aussortierung einzelner Organismen im Gelände (Volumen: 

ca. 25 ml) 

• vorgedruckte Etiketten zum Beschriften der Probengefäße (siehe Abb. 5.1) 

• Pinzette 

• weiche Bürste zum Ablösen von Organismen von Glatten Oberflächen (große Steine, 

Totholz, etc.) 

• langärmlige Handschuhe 

• Ethanol (96%ig, ca. 2 Liter pro Probe) 

• Kühltasche mit Kühlakkus 

• ggf. (Hand-) Desinfektionsmittel 



• ggf. Schwimmweste 

• ggf. Sicherungsseil 

• Geländesieb (Maße 25 x 45 cm; Maschenweite: 2 mm) 

Das Geländesieb wird jedoch nur in folgendem Fall benötigt: 

In Abschnitt 4.1.3.8 wird ein alternatives Verfahren zur Auftrennung des Probenmaterials in 

zwei Fraktionen im Gelände beschrieben. Dieser Bearbeitungsschritt ist jedoch optional und 

kann auch zu einem späteren Zeitpunkt im Labor durchgeführt werden. Wird er im Gelände 

ausgeführt, wird ein Analysensieb (Geländesieb, siehe oben) benötigt. In dem Sieb sollte eine 

Markierung angebracht sein, die das Sieb in vier gleich große Felder gliedert. Die Markierung 

sollte auch an den Innenseiten der Ränder zu sehen sein, so dass eine Unterteilung in die Fel- 

der auch bei gefülltem Sieb möglich ist. Ein solches Sieb kann in eine der oben aufgeführten 

Weißschalen gesetzt werden und ist gleichzeitig groß genug, um das gesamte Probenmaterial 

zu sieben. 

Gewässer: 

Windach (I) bei Hirschberg (By) 

Gewässertyp: Typ 3 Datum: 19.03.2003 

Gewässer: 

Windach (I) bei Hirschberg (By) 

Gewässertyp: Typ 3 

Probenehmer: Sundermann Datum: 19.03.2003 

Probengefäß: 1 von Probenehmer: Sundermann 

Grob- und Feinfraktion bereits getrennt: JA NEIN Einzelexemplare 

Anteil der Gesamtprobe: 1 /1 ½ ¼ 

Abb. 4.1: Beispiel vorgedruckter Etiketten zur Beschriftung der Einzelexemplare (rechts) 

bzw. des Probenmaterials (links). Letzteres Etikett ist im Gelände zu vervollständigen (fett 

gedruckte Bereiche); u.a. ist die Angabe bezüglich Anzahl der zur Probe gehörigen Proben- 

flaschen z.B. „Probengefäß: 1 von 2“ zu ergänzen. Weitere notwendige Angaben werden 

durch ankreuzen der vorgegebenen Möglichkeiten in den letzten zwei Zeilen gemacht. 

4.1.3.2 Kartierung der Habitate und Festlegung der Teilproben 

Zunächst wird eine Kartierung aller vorkommenden Habitate im Bereich der Probestelle 

durchgeführt. Um die Fließgewässersohle möglichst ungestört zu lassen, sollte diese nach 

Möglichkeit vom Ufer aus vorgenommen werden. Die Ergebnisse der Kartierung sind im 

Feldprotokoll (Abb. 4.2, vollständiges Feldprotokoll im Anhang) festzuhalten. Die Anteile der 

im Feldprotokoll aufgeführten Substrattypen (organische und mineralische Substrate) werden 

im Bereich der Probestelle in 5%-Stufen abgeschätzt und in die Spalte „Deckungsgrad (5% 

Stufen)“ notiert. Im beispielhaft ausgefüllten Feldprotokoll in Abb. 4.2 betragen diese 55% 



Mesolithal, 25% Psammal, 15% CPOM und 5% Akal. Die Summe des Deckungsgrades aller 

Substrattypen muss 100% ergeben. 

Abb. 4.2: Beispiel eines im Rahmen der Habitatkartierung ausgefüllten Feldprotokolls, abge- 

stimmt auf die Verteilung der Teilproben in Abb. 4.3. 



Ist mineralisches Substrat von organischen Substraten (z.B. CPOM oder Makrophyten) be- 

deckt, ist das bedeckende organische Substrat als Substrattyp zu notieren. Das Vorkommen 

von Substraten mit weniger als 5% Deckungsgrad wird durch ein Kreuz gekennzeichnet und 

ebenfalls in der Spalte „Deckungsgrad (5% Stufen)“ vermerkt. In der Spalte „Bemerkungen“ 

des Feldprotokolls können Besonderheiten der Teilproben, z.B. ein besonders hoher Anteil 

von organischem Material in sandigen Substraten oder ein hoher Sandanteil im Mesolithal, 

notiert werden. Ist das Substrat in Teilbereichen des Gewässers sehr heterogen, z.B. eine 

kleinräumige Durchmischung von Mesolithal, Akal und Psammal, ist das Substrat mit dem 

größten Anteil auf dieser Teilfläche des Gewässers zu notieren. 

Basierend auf der Abschätzung des Deckungsgrades (Feldprotokoll) wird die Zahl der Teil- 

proben für die einzelnen Substrattypen bestimmt. Auf jeweils 5% Deckungsgrad eines Sub- 

strattyps entfällt eine Teilprobe, die Gesamtzahl der Teilproben beträgt 20. Ergibt die Sub- 

stratabschätzung z.B. einen Anteil von 55% Mesolithal, 25% Psammal, 15% CPOM und 5% 

Akal (s.o.), ist die Zahl der Teilproben demnach: 11 x Mesolithal, 5 x Psammal, 3 x CPOM 

und 1 x Akal. Die Zahl der Teilproben ist im Feldprotokoll in der Spalte „Anzahl der Teilpro- 

ben“ zu vermerken. 

Mesolithal (55% = 11 Teilproben) 

Akal ( 5% = 1 Teilproben) 

Psammal (25% = 5 Teilproben) 

Teilprobe 

CPOM (15% = 3 Teilproben) 

Xylal (


Bei der Verteilung der Teilproben in Abhängigkeit der Substrattypen im Bachbett sind die 

folgenden Grundsätze zu berücksichtigen: 

• Die Teilproben in Substraten mit einem sehr hohen Deckungsgrad sollten sowohl die 

Uferbereiche als auch die zentralen Bereiche des Gewässers berücksichtigen, z.B. in 

Form eines Transektes. 

• Zwei bis drei Teilproben sollten den unmittelbaren Uferbereich abdecken. 

• Ist ein häufiger Substrattyp sowohl in Schnellen („riffles“) als auch in Stillen („pools“) 

verbreitet, sollten die Teilproben Schnellen und Stillen berücksichtigen, in etwa ge- 

mäß der Häufigkeit des Substrattyps in diesen beiden Bereichen. 

• Habitate bzw. Substrattypen mit einem Flächenanteil < 5% werden für die Beprobung 

des Gewässers nicht berücksichtigt. 

• Ist die Verteilung der Substrattypen vom Ufer nicht einsehbar, kann das Gewässer an 

einzelnen Punkten betreten werden. Die späteren Teilprobestellen sollten hiervon un- 

beeinflusst bleiben. 

Zur Verteilung der Teilproben in größeren Makrophytenbeständen (z.B. in Tieflandgewäs- 

sern) sollten die folgenden Punkte beachtet werden: 

• Grundsätzlich sollte in größeren Beständen von Makrophyten (z.B. Callitriche sp., E- 

lodea sp., Myriophyllum sp. oder Potamogeton sp.) die Teilprobe vorzugsweise im 

Anheftungsbereich des Bestandes liegen. 

• Handelt es sich um einen einzelnen schmalen, aber langen (flutenden) Bestand (z.B. 

Callitriche sp. oder Ranunculus sp.), dessen Anheftungsbereich im Vergleich zur Pro- 

jektionsfläche des übrigen Bestandes weniger als 20% beträgt, so kann eine Teilprobe 

auch außerhalb des Anheftungsbereiches des Bestandes genommen werden. 

• Wird nur eine Teilprobe genommen, so ist unter Beachtung der unterschiedlichen 

Wuchsformtypen verschiedener Arten der „typische“ (dominierende) Aspekt des 

Makrophytenbestandes zu erfassen. 

• Werden mehrere Teilproben in einem Makrophytenbestand entnommen, so sind die 

Teilproben so zu legen, dass wiederum die unterschiedlichen Aspekte inklusive ver- 

schiedener Wuchsformtypen des Bestandes bei der Beprobung erfasst werden. 

Modifikation bei der Kartierung und Verteilung der Teilproben in nicht durchwatbaren 

Bächen und Flüssen 

Gewässerabschnitte (siehe Abschnitt 4.1.2) gelten dann als nicht durchwatbar, wenn sie in 

wesentlichen Teilen und damit auch im Bereich der Probestelle nicht zu durchwaten sind. In 

diesen Fällen erfolgt die Substratabschätzung nur für den durchwatbaren (Ufer-) Bereich, da 



die daraus resultierende Verteilung der Teilproben und somit die spätere Probennahme nur in 

diesem Bereich möglich ist. 

Sollten in solchen Gewässern lediglich vereinzelte Bereiche durchwatbar sein (z.B. Schnel- 

len), wird aus Gründen einer besseren Vergleichbarkeit zu den nicht durchwatbaren Gewäs- 

sern, die Anzahl der Teilproben aus der Mitte des Gewässers beschränkt. Somit sind in diesen 

Gewässern maximal 5 Teilproben aus der Gewässermitte zu entnehmen, 15 Teilproben sind 

für die ufernahen Bereiche vorgesehen. 

4.1.3.3 Probennahme 

Die Beprobung erfolgt grundsätzlich entgegen der Fließrichtung beginnend am untersten En- 

de der Probestelle. Für die Entnahme einer Teilprobe wird eine Fläche von 0,25 x 0,25 m 

(Rahmenmaße des Keschers) bearbeitet. Dabei wird der Kescher senkrecht zum Gewässerbo- 

den aufgesetzt und das Substrat in Fließrichtung vor dem Kescher mit dem Fuß aufgewirbelt. 

Bei dieser Methode des Kicksampling wird feineres Substrat inklusive Meso- und Makrolithal 

bis zu einer Tiefe von ca. 2 bis 5 cm aufgewirbelt. Um driftende Organismen abzufangen, 

wird bei der Bearbeitung des Substrates der Kescher dicht genug an die Probefläche gehalten. 

In geringer Tiefe werden große Steine oder Totholz mit der Hand abgewaschen oder ggf. ab- 

gebürstet. Nach jeder etwa 3. bis 5. Teilprobennahme sollte der Kescher ausgeleert und das 

Substrat in einen mit ca. 2 bis 3 Litern Wasser gefüllten 10 Liter Eimer überführt werden. Das 

Probenmaterial (ohne Wasser) sollte die Hälfte des Eimervolumens nicht überschreiten, an- 

dernfalls wird das Material auf entsprechend mehrere Eimer verteilt. Rollen einzelne große 

Steine aufgrund starker Strömung in den Kescher, können diese schon zwischen der Entnah- 

me von zwei Teilproben aus dem Kescher genommen werden, nachdem die anheftenden Or- 

ganismen gelöst und in den Kescher überführt wurden. 

Vorgehensweise bei der Beprobung von Makrophyten 

Grundsätzlich sind zwei Situationen bei der Beprobung größerer Bestände von Makrophyten 

zu unterscheiden: 

1. Beprobung flutender (längerer) Bestände (z.B. Bestände von Callitriche sp., Elodea 

sp., Myriophyllum sp. oder Potamogeton sp.) und 

2. Beprobung von Makrophyten in tieferen (lenitischen) Gewässerabschnitten (z.B. Be- 

stände von Sparganium emersum, Sagittaria sagittifolia oder Nuphar lutea). 

Beprobung flutender Bestände: 

Die Lage der Teilprobestelle im Bereich der Anheftungspunkte der Makrophyten beinhaltet 

die Beprobung der Makrophyten selbst sowie die Beprobung des Sohlensubstrats im Wurzel- 

bereich unter den Makrophyten. Die Beprobung wird wie oben beschrieben durchgeführt. 

Auch hier wird eine Fläche von 0,25 x 0,25 m zugrunde gelegt, der Kescher senkrecht zur 



Strömung aufgestellt und Makrophyten und darunter liegendes Substrat mit dem Fuß aufge- 

wirbelt. Wird die Teilprobe außerhalb des Anheftungsbereiches des Bestandes genommen 

(siehe Abschnitt 4.1.3.2), werden auch in diesem Fall Makrophyten wie auch das darunter 

liegende Sohlsubstrat beprobt. 

Beprobung von Beständen in tieferen Bereichen: 

In tieferen (meist lenitischen) Probennahmeabschnitten können sich die Bestände über mehr 

als einen Meter senkrecht in die Wassersäule erstrecken. 

Für jede Teilprobe wird die Projektionsfläche von ca. 0,25 x 0,25 m auf der Gewässersohle 

festgelegt. Beprobt wird die darüber stehende Wassersäule, die von der Gewässersohle bis zur 

Wasseroberfläche reicht und auf der Projektionsfläche steht. Ausgehend von der Wasserober- 

fläche wird der Kescher über die zu beprobende Wassersäule gestülpt und mit den Makrophy- 

ten zur Gewässersohle bewegt, als wolle man die Wassersäule mit dem Kescher umfassen. 

Der Kescher bleibt dabei nach Möglichkeit immer in Strömungsrichtung hinter der zu bepro- 

benden Fläche positioniert, so dass losgelöste Organismen mit der Strömung in den Kescher 

gelangen. Auf der Gewässersohle angekommen werden die Makrophyten von der Gewässer- 

sohle losgelöst und vollständig in den Netzbeutel überführt. Zur gleichen Teilprobe gehört 

ferner die Beprobung der entsprechenden Projektionsfläche der Sohle, die nach der Stan- 

dardmethodik durchgeführt wird. 

Größere Makrophytenmengen werden dem Kescher portionsweise entnommen in einen sepa- 

raten Eimer mit Wasser überführt. 

Sonderfälle bei der Probennahme 

• Ist die Strömung zu gering, um Organismen samt Substrat in den Kescher zu spülen, 

werden die obersten 2-5 cm des Substrates mit dem Kescher abgenommen. 

• In Gewässern mit hoher Geschiebefracht (insbesondere Gewässertyp 1) werden wie 

oben beschrieben die Teilproben anteilmäßig auf die vorhandenen Substrattypen ver- 

teilt, jedoch sollten die Teilproben innerhalb der entsprechenden Substrattypen vor- 

zugsweise in lagestabileren Bereichen liegen. Unter Umständen ist die Besiedlung 

durch Makrozoobenthos in den instabilen Bereichen der Sohle so gering, dass bei ei- 

ner stärkeren Beprobung dieser Bereiche keine ausreichend hohe Anzahl an Organis- 

men erreicht wird. Analog kann auch für sandgeprägte Gewässer verfahren werden. 

4.1.3.4 Aufarbeitung der Benthosprobe im Gelände (Reduzierung des Probenvolumens) 

Nach der 20. Teilprobe befindet sich das gesamte Probenmaterial in einem Gefäß (10 Liter 

Eimer), es sei denn, es wurde aufgrund des umfangreichen Volumens auf mehrere Gefäße 

aufgeteilt (siehe Abschnitt 4.1.3.6). Ist letzteres der Fall, wird mit dem Material eines jeden 

10-Liter Eimers wie folgt verfahren (Ausnahme: Eimer, die lediglich größere Mengen an 

Makrophyten enthalten): 



Zunächst werden einzelne große Steine oder große Äste herausgelesen, anheftenden Organis- 

men von diesen mit einer Pinzette oder mit der Hand abgesucht und die Organismen wieder 

zurück in den Kescher gegeben. Das abgesuchte Material kann verworfen werden. Anschlie- 

ßend ist in vielen Proben noch ein erheblicher Anteil an mineralischen Substraten enthalten. 

Mit Hilfe einer einfachen Schlämmtechnik kann dieser Anteil abgetrennt werden, um somit 

die Sortierung der Probe zu vereinfachen. Hierzu ist wie folgt zu verfahren: 

Der Eimer mit dem Probenmaterial wird bis zu ca. ¾ mit Wasser aufgefüllt und das Proben- 

material mit der Hand vorsichtig aufgeschwemmt. Das aufgewirbelte (organische) Material 

wird wieder zurück in den Kescher gegossen, der mit dem Ende des Netzbeutels im Gewässer 

liegt. Die mineralischen Substrate verbleiben auf dem Grund des Eimers. Der Eimer wird 

wiederholt mit Wasser aufgefüllt und der Vorgang des Waschens solange fortgeführt, bis le- 

diglich der mineralische Anteil im Eimer verbleibt. Dieser wird in einer Weißschale (Foto- 

schale) auf verbliebene Organismen (z.B. Trichoptera mit Gehäusen aus Steinchen oder Mol- 

lusca) durchgeschaut. Diese Organismen werden zu der organischen Fraktion in den Kescher 

gegeben. Das nun organismenfreie mineralische Substrat wird verworfen. Wurde zu Beginn 

das Material auf mehrere 10-Liter Eimer verteilt, wird mit diesen ebenfalls wie oben be- 

schrieben verfahren. 

Wurden in einem separaten Eimer größere Mengen von Makrophyten separiert, werden die 

Makrophyten im Eimer abgewaschen und anschließend nach anheftenden Organismen abge- 

sucht. Anheftende Organismen im Puppenstadium (z.B. Simuliidae) brauchen nicht abgesucht 

werden, sie spielen für die weitere Bearbeitung der Proben keine Rolle. Die abgewaschenen 

bzw. von Pflanzen abgesuchten Organismen werden wiederum zu der restlichen organischen 

Fraktion in den Kescher gegeben. Das abgesuchte Pflanzenmaterial kann verworfen werden. 

Abschließend befindet sich der gesamte organische Anteil aller Teilproben inklusive der Or- 

ganismen im Kescher. 

4.1.3.5 Aussuchen der Einzelexemplare 

Im nächsten Schritt wird nun das gesamte organische Material aus dem Kescher in eine Weiß- 

schale gegeben. Anheftende Organismen am Kescher können mit wenig Wasser in die Weiß- 

schale gespült werden, das Probenmaterial sollte annähernd mit Wasser bedeckt sein. 

Anschließend wird das Material gesichtet und es werden nach den folgenden Kriterien einzel- 

ne Individuen (Einzelexemplare) aus der Probe entnommen: 

1. Taxa, die aus artenschutzrechtlichen Gründen nicht getötet werden sollten (z.B. Asta- 

cus astacus, Margaritifera margaritifera, Unio crassus). 

2. Taxa, deren Bestimmbarkeit nach Fixierung in Ethanol nicht mehr möglich ist (z.B. 

Turbellaria) 

3. Empfindliche Taxa, die nach mechanischer Einwirkung nicht mehr hinreichend gut 

bestimmbar sind (z.B. Ephemeroptera). 

4. Taxa, die nach erster Sichtung nur 1-2 mal in der Probe enthalten sind. 



Die Taxa der ersten Gruppe werden mit den in der operationellen Taxaliste genannten Be- 

stimmungsschlüssel im Gelände bestimmt und wieder ins Gewässer zurück gesetzt. Von Taxa 

der Gruppe 2 werden jeweils zwei bis drei Individuen im Gelände bestimmt und anschließend 

mit den übrigen Einzelexemplaren in einem separaten Gefäß in 70%igem Ethanol fixiert. Zu- 

sätzlich wird von Taxa der Gruppe 2 deren absolute Anzahl geschätzt. Diese Ergebnisse (Ta- 

xa der Gruppe 1 und 2) werden auf dem Feldprotokoll unter „Notizen“ notiert. 

Die entnommenen Tiere aus Gruppe 2 bis 4 dürfen insgesamt eine Anzahl von 30 nicht über- 

schreiten. Diese maximale Anzahl von 30 Einzelexemplaren erscheint gering, erweist sich in 

der Praxis jedoch in den allermeisten Fällen als völlig ausreichend. Für die Aussortierung der 

Einzelexemplare sollte ein zeitlicher Aufwand von 10 Minuten nicht überschritten werden. 

Es ist darauf zu achten, dass nach Beendigung der Probennahme der Kescher gründlich ge- 

spült wird, um zu vermeiden, dass eventuell übersehene Tiere mit dem Kescher in die nächste 

Probe gelangen bzw. an der nächsten Probestelle freigesetzt werden. 

4.1.3.6 Konservierung und Lagerung der Proben 

Das Probenmaterial wird über einen Trichter in möglichst weithalsige Kautex-Flaschen (Vo- 

lumen 1-2 Liter) gefüllt. Das restliche Material im Handsieb oder in der Weißschale kann mit 

wenig Alkohol in die Kautex-Flasche gespült werden. Das gesamte Probenmaterial wird mit 

96%igem Ethanol fixiert. Bei einem Volumen der Probenflasche von einem Liter, soll min- 

destens eine Menge von 500 ml Alkohol aufgefüllt werden. In der Regel kann das Probenma- 

terial in 1-2 Kautex-Flaschen untergebracht werden, nur in Ausnahmefällen werden mehrere 

Gefäße benötigt. 

Die Beschriftung der Probe sollte folgende Angaben enthalten: 

• Gewässername 

• Name der Probestelle 

• Datum 

• Name des Probenehmers 

• Kodierung der Probestelle (optional) 

Um eine hinreichend gute Konservierung der Probe zu gewährleisten, werden die Kautex- 

Flaschen zunächst gekühlt aufbewahrt. Im Gelände sollte die Probe daher in einer Kühltasche 

transportiert werden. Nach 12-24 Stunden wird die gesamte Flüssigkeit der Probe vorsichtig 

durch ein Sieb (500 µm) abgegossen und erneut mit 96%igem Ethanol aufgefüllt. Im Sieb 

liegende Organismen werden zurück in das Probengefäß verbracht. Die Probe wird weiterhin 

gekühlt aufbewahrt. Nach weiteren 1-2 Tagen wird der 96%ige Ethanol durch 70%igen Etha- 

nol ersetzt. Die Probe kann danach längere Zeit bis zur weiteren Verarbeitung bei Zimmer- 



temperatur gelagert werden. Wichtig ist allerdings, dass bei jeder Alkoholzugabe, also auch 

schon im Gelände, mehrfach vorsichtig hin und her geschwenkt wird, damit sich der Alkohol 

gleichmäßig in der Flasche verteilen kann. 

4.1.3.7 Weitergehende Reduktion des Probenmaterials im Gelände (optional) 

Für die eigentliche Auswertung wird in den meisten Fällen lediglich eine vergleichsweise 

kleine Teilprobe benötigt. Entsprechend wird ein Großteil der Organismen unnötig getötet. 

Im Folgenden wird daher auch auf Anregung des LAWA-UA ein alternatives Verfahren zur 

weitergehenden Reduktion des Probenmaterials im Gelände beschrieben. Es wird jedoch 

ausdrücklich darauf hingewiesen, dass diese Variante zum derzeitigen Zeitpunkt zwar im We- 

sentlichen, aber noch nicht in allen Details getestet werden konnte. Die Praktikabilität dieses 

Vorgehens wird jedoch im Rahmen des Praxistests abschließend geprüft. 

Im Rahmendes alternativen Verfahrens werden zwei Schritte durchgeführt: 

• Aufteilung des Probenmaterials in eine Grob- (≥ 2 mm) und eine Feinfraktion (< 2 

mm) und 

• Abtrennung einer Teilmenge der Grobfraktion. 

Die Durchführung dieser Schritte im Gelände ist im Feldprotokoll unter „Notizen“ zu ver- 

merken! 

Dieses alternative Verfahren setzt unmittelbar im Anschluss an Abschnitt 4.1.3.4 ein. 

Das gesamte im Kescher befindliche organische Material wird in das Geländesieb (siehe Ab- 

schnitt 4.1.4.1) gegeben. Anheftende Organismen am Kescher können mit wenig Wasser in 

das Sieb gespült werden. Anschließend wird das Sieb in die Weißschale gesetzt und die Weiß- 

schale mit Wasser gefüllt. Erst jetzt werden nach den in Abschnitt 4.1.3.5 genannten Kriterien 

die Einzelexemplare entnommen. 

Im Anschluss wird die Trennung in Grob- und Feinfraktion vorgenommen. Hierzu wird das 

aufgeschwemmte Material im Sieb vorsichtig umgerührt, das Sieb wird aus der Weißschale 

genommen und das Wasser kann ablaufen. Die in der Weißschale zurück bleibende Feinfrak- 

tion des Materials kann verworfen werden. Anschließend wird das Sieb wieder in die Schale 

gesetzt und das Material unter Zugabe von Wasser aufgeschwemmt. Dieser Vorgang des Spü- 

lens wird insgesamt fünf Mal durchgeführt, wobei beim letzten Durchgang darauf geachtet 

wird, dass das Material gleichmäßig auf dem Sieb verteilt wird. Erst dann wird das Sieb aus 

der Weißschale gehoben und das Wasser aus der Schale abgegossen. Das Sieb wird anschlie- 

ßend in die ansonsten leere Weißschale zurückgesetzt. Das im Sieb zurückbleibende Proben- 

material entspricht der Grobfraktion und wird wie folgt weiter bearbeitet: 



Das im Sieb liegende Material wird gesichtet und es wird abgeschätzt, wie viele Organismen 

sich darin befinden. Ziel ist eine definierte Teilmenge von mindestens 350 Tieren mitzuneh- 

men. Unsicherheiten bei der Schätzung sollten dadurch ausgeglichen werden, dass großzügig 

geschätzt wird. Für das Erreichen der mindestens 350 Individuen sind nur drei alternative 

Möglichkeiten zulässig: 

• Das gesamte Probenmaterial oder 

• ½ des Probenmaterials oder 

• lediglich ¼ des Probenmaterials. 

wird zur weiteren Bearbeitung mit ins Labor genommen. 

Wird nach der Sichtung des Materials entschieden, dass in der Hälfte (bzw. einem Viertel) des 

Materials ausreichend Tiere (>> 350) enthalten sind, kann wie folgt vorgegangen werden: 

Die Markierungen in dem Sieb werden zur Orientierung verwendet, um möglichst exakt die 

Hälfte (bzw. ein Viertel) des Materials zu entnehmen. Der Anteil des entnommenen Materials 

ist unbedingt im Feldprotokoll unter „Notizen“ zu vermerken. 

Das entnommene Material wird anschließend wie in Abschnitt 4.1.3.6 beschrieben, über ei- 

nen Trichter in weithalsige Kautex-Flaschen gefüllt und mit Alkohol konserviert. Das restli- 

che (im Sieb zurück bleibende) Material kann verworfen werden. 

4.1.3.8 Aufsammlung von weiteren Organismen (optional) 

Mit Abarbeitung der oben geschilderten Bearbeitungsschritte, ist die eigentliche Probennah- 

me abgeschlossen. Darüber hinaus besteht jedoch die Möglichkeit im Anschluss an die ei- 

gentliche Probennahme weitere Benthos-Organismen (Zusatzexemplare) aufzusammeln. In 

diesem Rahmen können sowohl Habitate mit einem Flächenanteil < 5% beprobt werden als 

auch Imagines gesammelt werden. Diese zusätzlichen Taxa gehören jedoch nicht zur eigentli- 

chen Probe und werden daher in separaten Gefäßen aufbewahrt! Sie können als Zusatzinfor- 

mation betrachtet werden und eventuell eine weiterführende Dokumentation des ökologischen 

Potenzials des Gewässers darstellen, sie finden jedoch keine Berücksichtigung bei der späte- 

ren Berechnung der Bewertungsergebnisse. Daher sind diese Taxa auch auf separaten Taxa- 

listen für das jeweilige Gewässer zu führen. Insgesamt sollte der zeitliche Aufwand für die 

Sammlung, Sortierung und Bestimmung der Zusatzexemplare 15 Minuten nicht überschreiten. 

Der zeitliche Rahmen dient hier lediglich als Orientierungshilfe für die Kostenkalkulation. 

4.1.4 Aufarbeitung und Unterprobennahme im Labor 

Um das zu bearbeitende Probenvolumen (weiter) zu reduzieren, wird eine definierte Unter- 

probe entnommen. 



4.1.4.1 Technische Ausstattung 

Zur Entnahme der Unterprobe werden zwei Ausleseschalen verwendet, die ineinander gestellt 

werden können. Die äußere Schale ist eine konventionelle Weißschale. Bei der inneren Schale 

handelt es sich um ein modifiziertes Sieb (Unterproben-Sieb) mit einer Innenfläche von 30 x 

36 cm und einer Maschenweite von 500 µm. Die Gaze des Siebes ist durch Linien in ein Ras- 

ter von 30 Teilflächen á 6 x 6 cm unterteilt (siehe Abb.4.4). Die Markierung der Linien ist 

ebenfalls auf der inneren Rahmenseite des Siebes zu sehen, wobei die einzelnen Felder am 

oberen Rahmen von 1 bis 5 und am seitlichen Rahmen von 1 bis 6 durchnummeriert sind. 

Somit bekommt jedes einzelne Feld des Unterproben-Siebes eine eindeutige Kennung über 

die Zuweisung zweier Ziffern. Diese Apparatur ermöglicht eine definierte Unterprobennahme. 

Abb. 4.4: Ausleseschale zur Unterprobennahme: 

Gegittertes Sieb in Weißschale mit Ausstechrah- 

men und „Löffel“. 

Abb. 4.5: Unterprobennahme im Labor. 

Folgende Geräte werden für die weitere Aufarbeitung der Proben im Labor benötigt: 

• Unterproben-Sieb (Innenfläche: 30 cm x 36 cm; Maschenweite: 500 µm) mit passen- 

der Außenschale (größere Weißschale) 

• ca. 15 Sortiergefäße (Volumen: ca. 25 ml) 

• Zwei bis drei kleine Weißschalen (Maße: 12 x 20 cm) 

• Pinzetten 

• Ethanol (70%ig, ca. ¾ Liter) 

• Handzähler 



• 2 Würfel 

• vorgedruckte Etiketten 

• Analysensieb (Maschenweite: 2 mm) mit entsprechender Auffangschale (wenn nicht 

bereits im Gelände gesiebt wurde) 

4.1.4.2 Entnahme der Unterprobe 

Wurde die Probe in mehreren Gefäßen aufbewahrt, werden diese zusammen auf dem Unter- 

proben-Sieb ausgebreitet und mit Wasser gespült. Befinden sich jetzt noch größere Substrat- 

teile wie Ästchen oder große Blätter auf dem Sieb, können diese mit der Hand abgewaschen 

und aus der Probe entfernt werden. Dieser Arbeitsschritt sollte jedoch nur wenige Minuten in 

Anspruch nehmen. 

Anschließend wird das Unterproben-Sieb (samt Probe) in die äußere Schale gestellt und mit 

Wasser befüllt. 

Das Probenmaterial wird vorsichtig und gleichmäßig über das Sieb verteilt. Dabei ist darauf 

zu achten, dass auch die Ecken des Siebes mit Material gefüllt sind. Anschließend wird das 

Unterproben-Sieb wieder aus der äußeren Schale genommen, damit das Wasser ablaufen 

kann. Mit Hilfe zweier Würfel werden per Zufall 5 der 30 Teilflächen (entsprechend 1/6 der 

Gesamtprobe) ermittelt, aus denen die Unterprobe entnommen werden soll. Wurden z.B. eine 

„2“ und eine „4“ gewürfelt, wird als erstes das Substrat aus dem Feld mit den Koordinaten 2 

(kurze Seite) und 4 (lange Seite) entnommen. Die restlichen vier Felder werden analog ermit- 

telt. 

Mit Hilfe eines Ausstechrahmens (Innenfläche: 6 x 6 cm) und eines Löffels wird das Material 

der fünf Teilflächen entnommen (siehe Abb. 4.5) und in eine Weißschale überführt. Pflan- 

zenmaterial, welches über die Ränder des zu entnehmenden Bereiches hinausreicht, ist am 

einfachsten zuvor mit einer Schere zu durchtrennen. Liegt ein Tier genau auf der Grenze des 

zu entnehmenden Bereiches, wird es derjenigen Teilfläche zugerechnet, in der sich der größte 

Anteil des Tieres befindet. 

Nach Entnahme der fünf Teilflächen verbleibt das restliche Material so lange auf dem Sieb, 

bis nach der weiteren Bearbeitung der Unterprobe die Anzahl der darin enthaltenden Orga- 

nismen bestimmt ist. Der Grund dafür ist, dass die Unterprobe die folgenden zwei Kriterien 

gleichzeitig erfüllen muss: 

• Das entnommene Material entspricht mindestens 1/6 der Gesamtprobe (= 5 von 30 

Teilflächen). 

• In dem genannten Anteil müssen mindestens 350 Tiere enthalten sein. 

Wird diese Anzahl der Tiere nicht erreicht, muss der Inhalt weiterer Teilflächen entnommen 

werden, solange, bis die angegebene Anzahl von Tieren erreicht wird. 



Während der weiteren Bearbeitung der Unterprobe ist darauf zu achten, dass das restliche 

Material im Sieb nicht austrocknet. Durch Abdecken (z. B. mit Alufolie) oder durch vorsich- 

tiges Befeuchten mit Wasser aus einer Spritzflasche kann dieses verhindert werden. Erst nach 

abschließender Bearbeitung der Unterprobe (also dem Erreichen von 350 Individuen) kann 

das restliche Probenmaterial verworfen werden. 

4.1.4.3 Abtrennen der Grobfraktion im Labor 

Dieser Schritt entfällt, wenn bereits im Gelände gesiebt wurde (siehe Abschnitt 4.1.3.7) 

Nach Entnahme der Unterprobe wird das Material auf ein Analysensieb mit einer Maschen- 

weite von 2 mm gegeben. Das Analysensieb selbst wird auf ein passendes Auffanggefäß mit 

Auslauf gesteckt (siehe Abschnitt 4.1.4.1). 

Bei Zugabe von Wasser, unter vorherigem Verschließen des Auslaufes, steigt der Wasserpe- 

gel an und das Substrat wird aufgeschwemmt und vorsichtig umgerührt. Anschließend wird 

der Auslauf geöffnet und gewartet, bis das Wasser abgelaufen ist. Das durchgesiebte Material, 

welches noch im Auffanggefäß liegt, kann verworfen werden. Dieser Vorgang des Spülens 

wird noch vier weitere Male wiederholt. Das im Analysensieb verbleibende Material ent- 

spricht der Grobfraktion der Unterprobe, wird in eine Schale mit Wasser überführt und wie 

unten beschrieben weiter bearbeitet. 

4.1.4.4 Modifikation bei vorausgegangener Reduktion des Materials im Gelände (Abschnitt 

4.1.3.7) 

Wurde im Gelände lediglich ein bestimmter Anteil (½ oder ¼) der Gesamtprobe mit ins Labor 

genommen, wird eine Entnahme der Unterprobe wie oben beschrieben durchgeführt, jedoch 

ändert sich der Anteil das Materials, welcher vom Unterproben-Sieb entnommen wird. Ein 

Kriterium für die Unterprobe ist, dass mindestens 1/6 der Gesamtprobe bearbeitet wird. Um 

auf 1/6 der Gesamtprobe zu kommen, wird bei vorausgehender Reduktion des Materials im 

Gelände um die Hälfte, auf einen zu entnehmenden Anteil von 2/6 (= 10 von 30 Teilflächen) 

erhöht. Analog wird, wenn lediglich ¼ des Materials mit ins Labor genommen wurde, der zu 

entnehmende Anteil auf 4/6 (= 20 von 30 Teilflächen) erhöht. In Bezug auf die Gesamtprobe 

bleibt damit der bearbeitete Anteil stets gleich hoch (1/6). Der Bearbeitungsschritt unter Ab- 

schnitt 4.1.4.3 entfällt, da die Trennung in Grob- und Feinfraktion bereits im Gelände durch- 

geführt wurde. 



Tab. 4.1: Übersicht über die zu entnehmenden Anteile des Materials vom Unterproben-Sieb 

in Abhängigkeit von einer vorausgehenden Reduzierung des Materials im Gelände (optio- 

nal). 

Anteil der Gesamtprobe, die mit ins 

Labor genommen wurde: 

4.1.4.5 Sortieren der Unterprobe 

Mindestgröße des Anteils, welcher für die Bearbei- 

tung vom Unterproben-Sieb entnommen wird: 

1/1 1/6 (= 5 von 30 Teilflächen) 



Die Unterprobe wird nun portionsweise (z.B. 2 Esslöffel, je nach Größe der Sortierschale) in 

eine Sortierschale (kleine Weißschale) überführt, mit Wasser überschichtet und gleichmäßig 

verteilt. Dabei darf das Probenmaterial den Boden der Sortierschale max. zur Hälfte bede- 

cken, um das Erkennen von kleinen und dunklen Organismen zu unterstützen. Die gilt insbe- 

sondere für feinmaterialreiche Proben sowie Proben mit einem hohen Anteil organischen Ma- 

terials (CPOM, FPOM). 

Im Material befindliche Organismen werden vollständig heraussortiert und nach Ordnungen 

getrennt in 70 % igem Ethanol aufbewahrt. Dabei wird auch die Anzahl der insgesamt he- 

rausgelesenen Organismen ermittelt. Am einfachsten kann dies während der Auslese mit ei- 

nem Handzähler ermittelt werden. Folgendes Material wir hierbei jedoch nicht mitgezählt: 

Imagines, Exuvien, leere Muscheln und Schneckengehäuse oder Individuen, die durch starke 

mechanische Beschädigung nicht mehr bestimmbar sind. Köcher der Köcherfliegenlarven 

werden nur dann gezählt, wenn die Larven in den Köchern erkennbar vorhanden sind. Tiere 

im Puppenstadium werden ebenfalls nicht mitgezählt. Einzige Ausnahme bilden hier die Pup- 

pen der Blephariceridae (Diptera). 

Liegt die Anzahl der Organismen der ausgelesenen Unterprobe über 350, ist die Unterproben- 

nahme abgeschlossen. Ist die Anzahl der ausgelesenen Organismen jedoch kleiner als 350, 

wird per Zufall (siehe Abschnitt 4.1.4.2) eine weitere Teilfläche ermittelt, in Grob- und Fein- 

fraktion getrennt und die Organismen aus der Grobfraktion vollständig ausgelesen (s.o.). 

Dieser Vorgang wird so lange wiederholt, bis eine Anzahl von mindestens 350 ausgelesenen 

Individuen erreicht wird. Es ist aber zu beachten, dass jede angefangene Teilfläche komplett 

sortiert wird, auch dann, wenn schon zu Beginn der Bearbeitung die Zahl 350 erreicht wird! 

Die Erhöhung des Anteils des Probenmaterials, das unterbeprobt wird, geschieht unabhängig 

davon, ob bereits im Gelände eine Reduktion des Materials durchgeführt wurde. Lediglich der 

Schritt bezüglich der Trennung in Grob- und Feinfraktion unterbleibt, da dieser in Kombina- 

tion mit der Reduktion des Materials bereits im Gelände durchgeführt wurde. 

Der letztlich ausgelesene Anteil der Unterprobe (z.B. 8 von 30 Teilflächen) wird für die späte- 

re Auswertung der Daten notiert. 



4.1.4.6 Bestimmung der Organismen 

Die Bestimmung der Organismen aus der Unterprobe sowie der Einzelexemplare (vgl. Ab- 

schnitt 4.1.3.5) erfolgt nach den festgelegten Kriterien der operationellen Taxaliste (siehe Ab- 

schnitt 5). Für die Bestimmung sollen die in der operationellen Taxaliste angegebenen Werke 

verwendet werden. 

Einige Gruppen z.B. Gammaridae oder Simuliidae können mit hohen Abundanzen in der Pro- 

be vertreten sein. Gleichzeitig bestehen diese Gruppen (zumeist) aus nur wenigen zu unter- 

scheidenden Taxa. Bei der Bestimmung kann daher folgende Vereinfachung vorgenommen 

werden, die den zeitlichen Aufwand der Bearbeitung reduziert: 

Es wird eine Anzahl von 50 Tieren ausgewählt und bestimmt, wobei die Auswahl zufällig 

erfolgt. Die restlichen Tiere werden gezählt und anteilsmäßig den bestimmten Taxa zugeord- 

net. 

Auch für die Gruppe der Chironomidae kann eine solche Vereinfachung vorgenommen wer- 

den. Allerdings wird hier eine Anzahl von 100 Individuen zufällig entnommen und bestimmt. 

Auch hier werden die restlichen Individuen den Bestimmungsergebnissen anteilsmäßig zuge- 

ordnet. 

4.1.5 Aufarbeitung der Taxalisten und Auswertung der Daten 

Zur weiteren Auswertung werden die Individuenzahlen der ausgelesenen und bestimmten 

Taxa der Unterprobe auf die Gesamtprobe hochgerechnet. Betrug der Anteil der ausgelesenen 

Unterprobe z.B. 1/6 der Gesamtprobe (entsprechend fünf entnommene Teilflächen des Unter- 

probensiebs (vgl. Abschnitt 4.1.4.2), so werden die Individuenzahlen jedes Taxons entspre- 

chend mit sechs multipliziert. Erst jetzt werden die Bestimmungsergebnisse der separat ent- 

nommenen Einzelexemplare aufaddiert. Anschließend kann der vollständige Datensatz für die 

Berechnung der Bewertungsergebnisse in dem Auswertungsprogramm vorbereitet werden. 

Wurde das Probenmaterial bereits im Gelände reduziert (Abschnitt 4.1.3.7) erfolgt die Hoch- 

rechnung analog zum unten stehenden Beispiel: 

a) Anteil, der nach der Reduktion im Gelände ins Labor verbracht wurde: ¼ (Abschnitt 

4.1.3.7) 

b) Daraus resultierender, zu bearbeitender Anteil für die Unterprobe: 4/6 (= 20 von 30 

Teilflächen) (Abschnitt 4.1.4.4) 

c) Anzahl zusätzlich entnommener Teilflächen (bei Nicht-Erreichen von 350 Organis- 

men): 4 von 30 Teilflächen (Abschnitt 4.1.4.5) 

Gemäß obigem Beispiel würde sich die folgende Berechnung anschließen: 



Insgesamt entnommener Anteil vom Unterproben-Sieb 20/30 + 4/30 = 24/30; dieser Anteil 

wird mit dem Faktor unter a) multipliziert. Hier: 24/30 * 1/4 = 1/5. Um auf die Individuen- 

zahl der Gesamtprobe zu schließen, werden anschließend die ausgelesenen und bestimmten 

Tiere mit dem reziproken Wert des berechneten Faktors (in diesem Beispiel „5“) multipli- 

ziert. Auch hier werden erst final die Einzelexemplare hinzugezählt. 

4.2 Bestandsaufnahme Makrozoobenthos größerer Flüsse und Ströme 

Derzeit kommen im Rahmen der Erfassung von Makrozoobenthos an größeren Flüssen und 

Strömen verschiedene Methoden zum Einsatz. Einsatzmöglichkeiten, Vor- und Nachteile ei- 

niger gängiger Verfahren wurden von SCHÖLL et al. (Bundesanstalt für Gewässerkunde) zu- 

sammengestellt (siehe Anhang). Als eine mögliche Aufsammlungsmethode wird die Bepro- 

bung vom Ufer aus diskutiert. Es ist daher zu prüfen, ob die vorgeschlagene Standardmethode 

zur Beprobung von Bächen und Flüssen in ihren wesentlichen Zügen auch an größeren Flüs- 

sen und Strömen zum Einsatz kommen kann. Makrozoobenthosbeprobungen, die im Rahmen 

des LAWA-Projektes O 3.04 5 für 2004 geplant sind, werden erste Ergebnisse hierzu liefern. 

5 LAWA-Projekt O 3.04: Bundesweite Anwendung und Erprobung der neu entwickelten Verfahren zur Fließge- 

wässerbewertung mit dem Makrozoobenthos gemäß EU-WRRL (bundesweiter Praxistest) 



5 Operationelle Taxaliste als Mindestanforderung an die Bestimmung 

von Makrozoobenthosproben aus Fließgewässern zur Umsetzung 

der EU-Wasserrahmenrichtlinie in Deutschland 

5.1 Einleitung und Definition 

Neben der Erfassung des Makrozoobenthos (Aufsammlungsmethodik) ist die Auswertung 

(Bestimmung) der Benthosproben ein bedeutendes Element biologischer Fließgewässerunter- 

suchungen. Die Ergebnisse von Probenauswertungen fallen aber selbst bei einheitlicher Auf- 

sammlungsmethodik oft sehr unterschiedlich aus. Dies hängt in erster Linie von den Kennt- 

nissen des Bearbeiters ab. So werden Taxagruppen, mit denen der Bearbeiter vertraut ist, in- 

tensiver und qualitativ hochwertiger bearbeitet, als die übrigen Gruppen. Je nach persönlicher 

Vorliebe entstehen hierdurch zum Teil sehr unterschiedliche Taxalisten. 

Für die biologische Fließgewässerbewertung im Sinne der EU-Wasserrahmenrichtlinie (EU- 

WRRL) sind heterogene Taxalisten jedoch unbrauchbar, da sie nicht die Unterschiede der 

Zönosen der Untersuchungsgewässer widerspiegeln, sondern die unterschiedlichen Bestim- 

mungsintensitäten bei der Bearbeitung. Hieraus ergibt sich die Notwendigkeit, eine einheitli- 

che (standardisierte) Mindestanforderung an die Bestimmung von Makrozoobenthosproben zu 

formulieren, was mit der hier vorliegenden Taxaliste umgesetzt wurde. 

Diese Taxaliste dient als wichtige Arbeitsgrundlage für Fließgewässeruntersuchungen in der 

Praxis und soll sicherstellen, dass das durch sie definierte Mindestbestimmungsniveau von 

allen Bearbeitern eingehalten wird. Bereits in Deutschland vorhandene Taxalisten, wie etwa 

die von MAUCH et al. (2003), eignen sich für diese Zwecke nicht, da sie Gesamtartenver- 

zeichnisse darstellen und somit für eine Mindestanforderung zu umfangreich sind. Die dort 

wiedergegebene Zusammenstellung der Bestimmungsschlüssel und nomenklatorischen Refe- 

renzen ist aber eine hilfreiche Ergänzung. 

Die Operationelle Taxaliste ist die standardisierte Mindestanforderung an die Bestimmung 

von Makrozoobenthosproben aus Fließgewässern zum Zwecke der Umsetzung der EU- 

Wasserrahmenrichtlinie in Deutschland. 

Die Standardisierung einer Taxaliste wurde notwendig, um zu gewährleisten, dass die erfasste 

Gewässerqualität wirklich den Zustand des Gewässers widerspiegelt und nicht auf unter- 

schiedlichen Bestimmungsniveaus beruht. 

Die Mindestanforderung, also die Festlegung eines Mindestbestimmungsniveaus, orientiert 

sich im Wesentlichen an folgenden Fragen: 



• Was ist taxonomisch möglich? 

• Was ist vor dem Hintergrund der biologischen Bewertung von Fließgewässern zur 

Umsetzung der EU-WRRL in Deutschland notwendig? 

• Was ist praktikabel (z.B. angemessenes Preis-/Leistungsverhältnis)? 

Die Festlegung eines Mindestbestimmungsniveaus impliziert auch, dass eine weitergehende 

Bestimmung nicht nur möglich, sondern ausdrücklich erwünscht ist! Sie ist aber für die Um- 

setzung der EU-WRRL derzeit nicht notwendig. 

Die hier vorgelegte Taxaliste (siehe Anhang) beinhaltet zudem ein Verzeichnis der notwendi- 

gen Bestimmungsliteratur, darüber hinaus sind die Taxa mit ökologischen Indexinformationen 

hinterlegt (siehe digitale Version auf CD-ROM im Anhang). Die Liste ist offen, dass heißt, 

sie ist mit zunehmendem Kenntnisstand fortzuschreiben. 

5.2 Bedeutung 

Die Standardisierung und Festlegung einer Mindestanforderung an die Bestimmung von 

Makrozoobenthosproben bei Fließgewässeruntersuchungen ist in mehrerlei Hinsicht bedeu- 

tend: 

• Die Anforderungen der EU-Wasserrahmenrichtlinie gehen weit über die Ermittlung 

der Gewässergüte (Saprobiensystem) hinaus. Für derartige Untersuchungen fehlt bis 

heute eine einheitliche Richtlinie, zumindest aber ein allgemein anerkanntes Anfor- 

derungsprofil. 

• Durch ein einheitliches (Mindest-) Bestimmungsniveau von Makrozoobenthosproben 

bei gewässerökologischen Untersuchungen entstehen vergleichbare Datensätze, die 

eine Vielzahl verschiedener (u.a. auch statistischer) Auswertungsvarianten ermögli- 

chen (wie etwa bei der britischen Erfassungs- und Bewertungsmethode RIVPACS). 

Auch das derzeit für die Umsetzung der EU-Wasserrahmenrichtlinie in Deutschland 

entwickelte Bewertungsverfahren 6 ist auf standardisierte Datensätze angewiesen. 

• Eine allgemein akzeptierte Taxaliste ist eine wesentliche Vorraussetzung für die Qua- 

litätssicherung biologischer Daten. 

• Die Untersuchungen werden reproduzierbar und direkt vergleichbar (z.B. vor und 

nach einer Renaturierung). 

• Die Taxaliste dient letztlich auch der Vereinheitlichung von Nomenklatur und Taxo- 

nomie und damit der eindeutigen Kennzeichnung von Taxa. 

• Zudem ermöglicht eine klar definierte Mindestanforderung bei der Bestimmung Kal- 

kulationssicherheit für den Auftragnehmer (z.B. Planungsbüros) und Datensicher- 

heit für den Auftraggeber. 

6 UBA-Projekt: „Weiterentwicklung und Anpassung des nationalen Bewertungssystems für Makrozoobenthos an 

neue internationale Vorgaben“ 



5.3 Allgemeine Anmerkungen zur Bestimmung 

Die Bestimmung aquatischer Makroinvertebraten ist grundsätzlich eine anspruchsvolle Auf- 

gabe, die differenzierte Kenntnisse und vor allem ein ausreichendes Maß an Erfahrung vor- 

aussetzt. Unter anderem gilt nämlich zu berücksichtigen, dass die Variabilität der in den Be- 

stimmungsschlüsseln aufgeführten Merkmale nicht selten größer ist als dort angegeben. Diese 

Problematik wird durch dichotome Bestimmungswerke verstärkt. Es gibt aber eine Reihe von 

Arbeiten, die mehrere Merkmale zur Trennung angeben und zusätzlich eine Beschreibung der 

Arten liefern, so dass die Richtigkeit der Determination am Ende überprüft werden kann. 

Oft ist es daher nicht ausreichend, lediglich die vorhandene Bestimmungsliteratur zusammen- 

zustellen, vielmehr muss diese einer kritischen Prüfung unterzogen werden, was hier für die 

meisten Ordnungen erfolgte. Die entsprechenden Erläuterungen sind direkt der Taxaliste zu 

entnehmen. 

Eine weitere Schwierigkeit ergibt sich aus dem Fehlen zusammenfassender Schlüssel, beson- 

ders aber aus dem Fehlen von im Untersuchungsgebiet vorkommenden Taxa in einem Schlüs- 

sel. Liegt ein solcher Fall unbemerkt vor, kommt man (fast) zwangsläufig zu einer Fehlbe- 

stimmung. Das Hinzuziehen von regionalen Faunenlisten ist daher ein wichtiges Hilfsmittel, 

wobei zu beachten ist, dass das Fehlen einer Art in der Faunenliste nicht zwangsläufig gleich- 

zusetzen ist mit dem Fehlen der Art in der Region (Stichwort: Neufunde). 

5.4 Kriterien und Vorgehensweise für die Entwicklung der Taxaliste 

Da das Artniveau die höchste ökologische Information beinhaltet, diente als Grundlage der 

Taxaliste jeweils die aktuellste Gesamtartenliste einer Ordnung für Deutschland. Ausgehend 

hiervon wurden in mehreren aufeinander folgenden Schritten die nachstehenden Kriterien 

überprüft. Bei Nichterfüllung eines dieser Kriterien wurde auf ein höheres taxonomisches 

Niveau zurückgegriffen. 

• Die Bestimmung der Taxa einer Ordnung kann im Wesentlichen mit Hilfe eines zusam- 

menfassenden Bestimmungsschlüssels erfolgen (praxisorientierter Ansatz), der gegebe- 

nenfalls durch wenige weitere Schlüssel zu ergänzen ist. 

• Die Bestimmung des Taxons ist i.d.R. ohne größeren präparatorischen Aufwand durch- 

führbar (aus diesem Grunde sind die Mindestbestimmungsanforderungen bei z.B. Chiro- 

nomidae und Oligochaeta sehr gering). 

• Das Taxon ist für das derzeit in Deutschland entwickelte Bewertungsverfahren für Fließ- 

gewässer im Sinne der EU-Wasserrahmenrichtlinie relevant; bei besonderer Relevanz 

wird in Einzelfällen auch ein gewisser präparatorischer Aufwand in Kauf genommen. 

• Das Taxon ist mit der derzeit angewandten Erfassungsmethodik erfassbar. 



• Das Taxon ist mit der derzeit angewandten Sortiervorschrift bestimmbar (insbesondere 

Turbellaria, Oligochaeta und z.T. Hirudinea sind nach 70%iger Alkoholkonservierung 

und Laborsortierung nur noch schwer zu bestimmen). 

• Die Konzeption der Taxaliste basiert auf dem faunistischen Kenntnisstand Ende 2003. 

Durch Neufunde kann theoretisch die Bestimmbarkeit eines oder mehrerer Taxa einge- 

schränkt werden. Da solche Neufunde nicht vorhersagbar sind, wird diese Einschränkung 

in Kauf genommen und erst bei Fortschreibung der Taxaliste berücksichtigt. 

5.5 Aufbau der Taxaliste 

Tab. 5.1: Auszug aus der Taxaliste. 

EDV 

-Nr. 

Systematische 

Einheit 

Taxon Autor / 

Jahr 

Bestimmungsliteratur Anmerkungen 

384 Dytiscidae Dytiscidae Gen. sp. FHL (1971), Amann et al. 

165 Agabus sp. Leach, 1817 

41 Agabus biguttatus (Olivier, 1795) 

Erläuterungen: 

(1994); Larven: Klausnit- 

zer (1991, 1997), Tachet et 

al. (2000) 

nur Junglarven 

• 1. Spalte: Derzeit gültige EDV-Nr. zur eindeutigen Kennzeichnung des Taxons nach 

MAUCH et al. (2003) 

• 2. Spalte: Systematische Einheit zur schnelleren Orientierung 

• 3. Spalte: Zu bestimmendes Taxon: Nur die hier aufgeführten Taxa sind zu verwenden! 

• 4. Spalte: Autor des Taxons und Jahr der Beschreibung 

• 5. Spalte: Zu verwendende Bestimmungsliteratur*) 

• 6. Spalte: Hinweise zur Bestimmung des Taxons sowie weitere Angaben (Verbreitung, 

Ökologie, etc.) 

*) Weitere Bestimmungsliteratur in MAUCH et al. (2003) 

Ein Ausdruck der Taxaliste befindet sich im Anhang. Darüber hinaus enthält die digitale Ver- 

sion (siehe CD-ROM im Anhang) ökologische Indexinformationen wie z.B. Ernährungstyp, 

Längszone, etc. 

5.6 Anwendung der Taxaliste 

Folgende Aspekte sind bei der Anwendung der Taxaliste zu berücksichtigen: 

• Sind mehrere Taxa einer systematischen Reihe angegeben (z.B. Familie, Gattung, Art) ist 

das jeweils höchste Niveau (hier: Artniveau) zu bestimmen. Die gegebenenfalls mit an- 



gegebenen höheren systematischen Einheiten sind nur dann zu berücksichtigen, wenn ei- 

ne Artbestimmung nicht möglich ist (z.B. weil es sich um ein unvollständiges Tier han- 

delt). 

• Ist ein Tier so unvollständig, dass selbst die Zugehörigkeit zur höchsten in der Taxaliste 

enthaltenen taxonomischen Einheit nicht sicher bestimmbar ist, wird es nicht berücksich- 

tigt. 

• Fundgewässer und Funddatum ermöglichen die Erschließung zusätzlicher Informationen 

aus Verbreitung, Ökologie und Phänologie, die bei der Determination hilfreich sein kön- 

nen. 

• Imagines (außer hololimnische Arten), leere Gehäuse (z.B. bei Trichoptera, Mollusca) 

und Exuvien werden nicht berücksichtigt. 

• Gleiches gilt für Puppen, es sei denn, sie können anhand von Larvalmerkmalen bestimmt 

werden (z.B. Sklerite in Puppenhülle bei Trichoptera). Ausgenommen hiervon sind ledig- 

lich die vergleichsweise leicht zu bestimmenden Puppen der zudem kleinen Familie der 

Blephariceridae. 

• Wird bei einem Taxon auf einen anderen Bestimmungsschlüssel hingewiesen oder sind 

mehrere Werke angegeben, sollte diese auch verwendet werden. „Ergänzende“ Bestim- 

mungsschlüssel sind für die Bestimmung der Taxa nicht zwingend notwendig, wohl aber 

ein wichtige Hilfe. 

• Für höhere systematische Einheiten als das Familienniveau wird keine Bestimmungslite- 

ratur angegeben. Es wird davon ausgegangen, dass der/die Bearbeiter/in solche überge- 

ordneten Taxa ohne Bestimmungsliteratur erkennt. 

• Wird über das festgelegte Bestimmungsniveau hinaus bestimmt, sind diese zusätzlichen 

Taxa separat zu führen. Für die in der Auswertung zu verwendende Taxaliste müssen 

diese zusätzlichen Taxa in das nächst höhere Taxon, das in der Taxaliste aufgeführt ist, 

umgewandelt werden (Beispiel: Bestimmungsergebnis: Sericostoma personatum; in der 

Taxaliste wird Sericostoma sp. eingetragen, in einer separaten Liste wird S. personatum 

angegeben). 

• Für die Eingabe eines Taxons in die Taxaliste wird zwischen den verschiedenen Entwick- 

lungsstadien (Larve, Imago, etc.) nicht differenziert. 

5.7 Anmerkungen zur Taxaliste 

Im Allgemeinen wird das Benthos unserer Fließgewässer sowohl hinsichtlich der Artenzahlen 

als auch in Bezug auf die Individuenzahlen von den aquatischen Insecta deutlich dominiert. 

Viele Wasserinsekten haben aber eine merolimnische Lebensweise, so dass oftmals „nur“ 

Larven im Gewässer angetroffen werden. Eine Ausnahme bilden lediglich die Wasserkäfer 

und -wanzen (letztere aber überwiegend nicht benthisch), von denen viele hololimnisch sind. 



Entsprechend beziehen sich die Angaben in der Taxaliste generell auf Larven, es sei denn, es 

wird explizit auf andere Stadien hingewiesen. 

Bei der Bestimmung der Insektenlarven ist zu beachten, dass sich die in den meisten Bestim- 

mungsschlüsseln angegebenen Merkmale auf Larven im letzten Larvenstadium beziehen. 

Junglarven sind daher oftmals nicht bis auf Artniveau zu bestimmen. Um sie dennoch berück- 

sichtigen zu können, werden auch höhere taxonomische Einheiten angeführt (z.B. Familien). 

Unter bestimmten Umständen (Seeausflüsse, Bundeswasserstraßen, etc.) können aber auch 

Mollusken und/oder Crustaceen einen erheblichen Anteil an der Gesamtindividuenzahl aus- 

machen. Entsprechend sind die Mindestanforderungen in der Taxaliste auch für diese Grup- 

pen hoch. Andere Gruppen wiederum werden kurz abgehandelt. 

Im Folgenden wird zu jeder Gruppe die nomenklatorische Referenz sowie die notwendige 

Bestimmungsliteratur zusammengestellt. Für einige Gruppen werden zusätzlich spezielle 

Hinweise zur Bestimmung gegeben. Ausgenommen hiervon sind lediglich solche Gruppen, 

die ausschließlich als höhere systematische Einheiten (> Familienniveau) in der Taxaliste 

enthalten sind. Hierzu gehören: 

Spongillidae 

Hydrozoa 

Polychaeta 

Mysidacea 

Lepidoptera 

Bryozoa 

Turbellaria 

Nomenklatur: PATTEE & GOURBAULT 1981 

Turbellarien sind in allen Fließgewässertypen verbreitet. Ihre Bestimmung kann nur in leben- 

dem Zustand erfolgen, da sich ihre Körperform durch die meisten Konservierungsverfahren 

bis zur Unkenntlichkeit verändert. Es wird daher empfohlen, die Tiere lebend im Gelände zu 

bestimmen. Dabei ist zu beachten, dass möglichst alle in der Probe vorkommenden Taxa im 

Gelände anhand von ein bis zwei Exemplaren bestimmt werden. Diese Exemplare werden den 

Einzelexemplaren zugeordnet. 

Die Operationelle Taxaliste berücksichtigt keine Mikroturbellarien. Die Bestimmung erfolgt 

anhand REYNOLDSON & YOUNG (2000) zuzüglich einer Ergänzung für die Bestimmung der 

dort nicht enthaltenen Arten Dugesia gonocephala und Dendrocoelum romanodanubiale 

(PAULS 2004). 



Bestimmungsliteratur 

REYNOLDSON, T.B & J.O. YOUNG (2000): A Key to the Freshwater Triclads of Britain and Ireland with Notes on 

Their Ecology. Freshwater Biological Association Scientific Publication 58: 1-72. 

PAULS, S. (2004): Ergänzungen zu Reynoldson & Young (2000).- In: Haase, P. & A. Sundermann (2004): Stan- 

dardisierung der Erfassungs- und Auswertungsmethoden von Makrozoobenthosuntersuchungen in Fließgewäs- 

sern.- Unveröffentlichtes Gutachten im Auftrag der Länderarbeitsgemeinschaft Wasser. 

Ergänzende Werke: 

PATTEE, E. & N. GOURBAULT (1981): Introduction pratique à la systématique des organismes des eaux continen- 

tales françaises. 1. Turbellariés Triclades Paludicoles (Planaries d'eau douce). Bulletin mensuel de la Société 

Linnéenne de Lyon 50: 279-304. (Zudem auch nomenklatorische Referenz). 

SCHMEDTJE, U. & F. KOHMANN (1992): Turbellaria. In: Bayerisches Landesamt für Wasserwirtschaft (Hrsg.): 

Bestimmungsschlüssel für die Saprobier-DIN-Arten (Makroorganismen). Informationsberichte des Bayer. Lan- 

desamtes für Wasserwirtschaft 2/88. 2. Auflage, gebunden. München: 39-48. 

TACHET, H., P. RICHOUX, M. BOURNAUD & P. USSEGLIO-POLATERA (2000): Invertébrés d’eau douce, systéma- 

tique, biologie, écologie. CNRS Éditions, Paris: 1-588. 

WEINZIERL, A. & G. SEITZ (1994): Dendrocoelum romanodanubiale (Codreanu 1949) in der oberen Donau 

(Turbellaria, Tricladida). Lauterbornia 15: 23-24. 

Gastropoda 

Nomenklatur: GLÖER (2002) 

Gastropoda sind in allen Fließgewässertypen verbreitet, jedoch in Tieflandgewässern meist 

deutlich artenreicher und abundanter als in Mittelgebirgsgewässern. Die meisten einheimi- 

schen Süßwasserschnecken sind anhand conchologischer Merkmale (Gehäuse-Merkmale) 

eindeutig bestimmbar, die Berücksichtigung anatomischer Merkmale (Merkmale des Weich- 

körpers) ist allenfalls zur Absicherung der Bestimmungsergebnisse notwendig sowie zur De- 

termination schwieriger, in der Operationellen Taxaliste nicht weiter aufgetrennter Gattungen 

(z.B. Stagnicola). 

In Makrozoobenthos-Proben sind häufig leere Schneckenschalen vorhanden; diese werden bei 

der Erstellung einer Taxaliste für Bewertungszwecke nicht mit berücksichtigt. Jedoch können 

leere Schneckenschalen oftmals ergänzende Informationen liefern, zum Beispiel zur Absiche- 

rung eines Bestimmungsergebnisses, falls nur sehr kleine oder beschädigte Tiere mit Weich- 

körper, aber große unbeschädigte leere Schalen eines Taxon enthalten sind. 

Viele Schneckenarten lassen sich im Jugendstadium nicht sicher bestimmen. Die Entschei- 

dung, ob es sich um ein Jugendstadium oder um ausgewachsene Exemplare handelt, ist nicht 

immer eindeutig zu treffen und erfordert eine gewisse Erfahrung. 

Die Taxaliste schlüsselt einige schwierig zu bestimmende Gruppen, zu deren sicherer Deter- 

mination die Präparation des Weichkörpers notwendig ist, nicht weiter auf. Hierzu gehören 

die Gattungen Stagnicola, Hydrobia und Bythinella. Sämtliche einheimischen Taxa lassen 

sich mit GLÖER (2002) auf das angegebene Niveau bestimmen. 




GLÖER, P. (2002): Die Süßwassergastropoden Nord- und Mitteleuropas. Bestimmungsschlüssel, Lebensweise, Verbreitung. - 

In: Die Tierwelt Deutschlands und der angrenzenden Meeresteile 73: 326S. (Zudem auch nomenklatorische Referenz). 

Bivalvia 

Nomenklatur: GLÖER & MEIER-BROOK (2003) 

Neben den häufigen Neozoen Corbicula sp. und Dreissena polymorpha kommen in den 

Fließgewässern Deutschlands verschiedene Großmuscheln (Familien Margaritiferidae und 

Unionidae) sowie Vertreter der artenreichen Familie Sphaeriidae vor. Die Gattung Corbicula 

wird in der Taxaliste nicht weiter aufgeschlüsselt, da beide eingeführte Arten in alle Bewer- 

tungsverfahren in gleicher Weise eingehen; eine Auftrennung ist daher für Bewertungszwecke 

nicht notwendig. Vertreter der Familien Dreissenidae, Margaritiferidae und Unionidae sind 

mit GLÖER & MEIER-BROOK (2003) auf Artniveau bestimmbar und sind in der Taxaliste ent- 

sprechend aufgeschlüsselt. Gleiches gilt für die Sphaeriidae-Gattungen Sphaerium und Mus- 

culium. Für die große und schwierig zu bestimmende Gattung Pisidium ist hingegen nur in 

einigen Fällen eine Bestimmung auf Artniveau erforderlich; Arten, die nur unter Zuhilfenah- 

me weiterer Literatur eindeutig bestimmbar sind, werden als Pisidium sp. angegeben. Wie 

bereits für die Gastropoda angegeben, werden leere Muschelschalen bei der Erstellung einer 

Taxaliste nicht berücksichtigt; sie können jedoch zur Absicherung von Bestimmungsergebnis- 

sen verwendet werden. 


GLÖER, P. & C. MEIER-BROOK (2003): Süßwassermollusken.- 13. Aufl., Deutscher Jugendbund für Naturbeo- 

bachtung, Hamburg. (Zudem auch nomenklatorische Referenz). 

Oligochaeta 

Nomenklatur: MOOG (1995) 

Nur wenige Spezialisten sind mit der detaillierten Bestimmung von Oligochaeta vertraut. Die 

Mehrzahl der in Deutschland existierenden Arten ist nur durch geübte Untersucher und mit 

hohem Präparationsaufwand zu determinieren. Hinzu kommt, dass nur sehr lückenhafte Er- 

kenntnisse über die Ökologie der einzelnen Arten vorliegen. Es werden daher für die Gruppe 

nur geringe Mindestbestimmungsanforderungen angelegt. 

Fünf Arten der Taxaliste, beispielweise Eiseniella tetraedra, sind bereits mit einem guten 

Binokular oder bei geringer Vergrößerung mit dem Mikroskop erkennbar. Bei den Übrigen 

wird wie folgt verfahren: Lumbriculidae, Haplotaxidae und Enchytraeidae werden bis zur 

Familie bestimmt. Naididae und Tubificidae sind zu einer Gruppe zusammengefasst, da die 

Unterscheidung der beiden Familien im Einzelfall fast so aufwändig ist wie die Bestimmung 

bis zur Art und sich dadurch keine detailliertere ökologische Aussage ableiten lässt. Zudem 

existieren berechtigte Zweifel an der Einordnung der Naididae als monophyletische Gruppe 

(ERSÉUS et al. 2002). Die übrigen vier der neun Wenigborster-Familien (Moog 1995) werden 



aufgrund fehlender Bestimmungsliteratur, extremer Seltenheit oder unklarem Status lediglich 

der Gruppe Oligochaeta Gen. sp. zugeordnet. 

Sämtliche Taxa der Operationellen Taxaliste lassen sich mit BRINKHURST (1971) bestimmen. 

Darüber hinaus eignet sich auch das Werk von SCHMEDTJE & KOHMANN (1992), das zwar 

keine genaue Gruppendiagnose ermöglicht, aber bis auf Stylaria lacustris alle einfach zu er- 

kennenden Taxa abdeckt. Als ergänzendes Werk ist TACHET et al. (2000) zu empfehlen, der 

neben den Abbildungen ausführlichere Informationen zu den Familiendiagnosen enthält. 

Zur Vorgehensweise bei der Bestimmung ist Folgendes zu sagen: Die derzeit angewandte 

Erfassungsmethodik bringt es mit sich, dass viele Oligochaeta nur in Bruchstücken vorliegen. 

Aus diesem Grund werden zunächst die eindeutig bestimmbaren Vorderenden der Probe be- 

stimmt. Bestimmbare Hinterenden und Fragmente aus der Wurmmitte werden den Vorderen- 

den zugeordnet. In der Regel entspricht die Anzahl der bestimmten Vorderenden der Gesamt- 

zahl der in der Probe gefundenen bestimmbaren Tiere. Hinterenden werden nur dann als Indi- 

viduen gezählt wenn sie bei der Zuordnung überzählig sind oder auf eine neues Taxon ver- 

weisen, Mittelstücke nur in letzterem Fall. Ein Beispiel: Fragmente aus der Wurmmitte, die 

eindeutig auf die Lumbriculidae verweisen, werden unter der Familie eingeordnet, wenn bis- 

her weder Stylodrilus sp. noch Lumbriculus sp. in der Probe gefunden wurden. Alle Fragmen- 

te, die nicht eindeutig bestimmbar sind, werden nicht gezählt. 


BRINKHURST, R.O. (1971): British Aquatic Oligochaeta: Freshwater Biological Association, Scientific Publica- 

tion No. 22: 1-55. 

SCHMEDTJE, U. & F. KOHMANN (1992): Bestimmungsschlüssel für die Saprobier-DIN-Arten (Makroorganis- 

men).- Informationsberichte Bayer. Landesamt für Wasserwirtschaft 2/88 Loseblattsammlung; München. 


SAUTER, G. (1995): Bestimmungsschlüssel für die in Deutschland verbreiteten Arten der Familie Tubificidae mit 

besonderer Berücksichtigung von nicht geschlechtsreifen Tieren: Lauterbornia 23: 1-52. 

TACHET, H., P. RICHOUX, M. BOURNAUD & P. USSEGLIO-POLATERA (2000): Invertébrés d'eau douce systémati- 

que, biologie, écologie, 1-588, CNRS Editions, Paris. 

TIMM, T. & H.H. VELDHUIJZEN VAN ZANTEN (2003): Freshwater Oligochaeta of North-West Europe, Bestim- 

mungs-Programm auf CD-ROM (http://www.eti.uva.nl http://www.eti.uva.nl/Products/New.html ). 

WACHS, B. (1967): Die häufigsten hämoglobinführenden Oligochaeten der mitteleuropäischen Binnengewässer: 

Hydrobiologia 30: 225-247. 

Nomenklatorische Referenz: 

MOOG, O. (1995) (Hrsg.): Fauna aquatica Austriaca, - Wasserwirtschaftskataster, Bundesministerium für Land- 

und Forstwirtschaft (Wien). 

Sonstige, im Text zitierte Literatur: 

ERSÉUS , C., M. KÄLLERSJÖ, M. EKMAN & R. HOVMÖLLER (2002): 18S rDNA Phylogeny of the Tubificidae 

(Clitellata) and its Constituent Taxa: Dismissal of the Naididae.- Molecular Phylogenetics and Evolution 22 (3): 

414-422. 



Hirudinea 

Nomenklatur: NESEMANN & NEUBERT 1999 

Egel werden zwar in allen Artenlisten zur Gewässergütebestimmung aufgeführt, jedoch war 

eine sichere Bestimmung wegen ungeeigneter bzw. unvollständiger Schlüssel bis vor wenigen 

Jahren nicht möglich (NESEMANN 1997). Aufgrund der daher drastisch unterschätzten Arten- 

vielfalt der Hirudinea spielten sie auch bei bisherigen Bewertungen und typologischen Arbei- 

ten nur eine untergeordnete Rolle. Dabei haben diverse Arbeiten auf den Nutzen dieser Tiere 

für die Bioindikation hingewiesen (z.B. GROSSER et al. 2001). Insgesamt sind derzeit 45 Arten 

aus Deutschland bekannt (MAUCH et al. 2003). 

Folgende zusätzliche Kriterien wurden zur Erstellung der Liste der Hirudinea herangezogen: 

• Es werden nur Arten aufgeführt, die auch freilebend, unabhängig vom Wirt erfasst 

werden können. 

• Arten, die auch bei guter Konservierung nur schwer trennbar sind (z.B. durch Farbän- 

derung), werden zu einer künstlichen taxonomischen Einheit zusammengefasst, z.B. 

Glossiphonia nebulosa/verrucata. 

Die Färbung am lebenden Tier wird häufig als diagnostisches Merkmal in den Bestimmungs- 

schlüsseln genannt. Jedoch ist diese bei manchen Arten individuell und je nach Population 

überaus variabel (NESEMANN 1997), so dass die Färbungsmerkmale alleine nicht für eine si- 

chere Artdiagnose geeignet sind bzw. umfangreiche Erfahrung verlangen. Äußere morpholo- 

gische Merkmale, insbesondere Annulierung und Position der Genitalporen, sind geeignetere 

Merkmale. Zur sicheren Artdiagnose sollte bei der Konservierung ein "günstiger" Kontrakti- 

onszustand erreicht werden. Bei einer zu großen Streckung sind die Annuli nicht gut zu er- 

kennen, dasselbe gilt bei zu starker Kontraktion, wobei hier dann zusätzlich die Genitalporen 

nicht mehr sicher zu sehen sind. Daher wird nach NESEMANN (1997) eine Betäubung in 10- 

15% Ethanol und eine spätere Aufbewahrung in 70 % Ethanol - getrennt von hartschaligen 

Tieren und Arthropoden - empfohlen. Um gute Belegexemplare zu erhalten, sollten die Tiere 

vor der Fixierung in 70% Ethanol sorgfältig präpariert werden. 

Eine solche Präparation und Fixierung ist im Rahmen von Routineuntersuchungen allerdings 

zu aufwändig und bringt vor dem Hintergrund der bis heute entwickelten Bewertungsverfah- 

ren nur wenig zusätzliche Information. 

In der Taxaliste enthalten sind eine Reihe von höheren Taxa. Diese Taxa sind notwendig, da 

die Bestimmung der Egel sehr von der Fixierung des einzelnen Individuums abhängig ist. 

Während einige Individuen aus der Probe gut zu bestimmen sind, sind andere bis zur Un- 

kenntlichkeit verzogen oder dehydriert. Um nicht alle Tiere auf ein übergeordnetes Taxon 

zusammenzuführen, werden sowohl höhere als auch niedrigere Taxa angeboten. Eine Be- 



stimmung auf das bestmögliche Niveau führt demnach zwangsläufig bei den Egeln zu einer 

künstlichen Erhöhung der Taxazahl. Sind z.B. in einem Gewässer 12 Erpobdella octoculata 

sicher bestimmbar, während zwei Tiere aufgrund der Konservierung sicher nur als Erpobdel- 

lidae Gen. sp. bestimmt werden können, wenngleich sie vermutlich auch E. octoculata sind. 

Dabei sei erwähnt, dass die Taxazahl der Hirudinea zwar durch die übergeordneten Taxa z.T. 

künstlich erhöht wird, diese aber trotzdem meist gering ist (selten über 4 Taxa) und somit bei 

einer Gesamttaxazahl der Proben von durchschnittlich über 50 Taxa nur geringen Einfluss 

hat. 


GROSSER, C. (2000): Beschreibung von Trocheta haskonis n. sp. (Hirudinea, Erpobdellidae) aus Sachsen-Anhalt. 

Lauterbornia 38: 29-36. 

GROSSER, C. (2003): Erstnachweis von Dina apathyi (Hirudinea: Erpobdellidae) in Deutschland. Lauterbornia 

47: 59-63. 

NESEMANN, H. & E. NEUBERT (1999): Annelida, Clitellata: Branchiobdellida, Acanthobdellea, Hirudinea. In: 

Schwoerbel, J. & P. Zwick (Hrsg.): Süßwasserfauna von Mitteleuropa. Begründet von A. Brauer. Band 6/2. 

Spektrum Akademischer Verlag, Heidelberg, Berlin: I-IX, 1-178. (Zudem auch nomenklatorische Referenz). 


GROSSER, C. , D. HEIDECKE & G. MORITZ (2001): Untersuchungen zur Eignung heimischer Hirudineen als Bio- 

indikatoren für Fließgewässer. Hercynia N. F. 34: 101-127. 

NESEMANN, H. (1997): Egel und Krebsegel Österreichs. - Sonderheft der Ersten Vorarlberger Malakologischen 

Gesellschaft, 104 S., Rankweil. 

Decapoda 

Nomenklatur: PÖCKL & EDER (1998) sowie HOLTHUIS & HEEREBOUT (1976) 

Alle einheimischen Decapoda-Arten sind besonders geschützt. Von einer Mitnahme oder gar 

Konservierung ist daher abzusehen. Die Bestimmung erfolgt am lebenden Tier im Gelände. 

Die in Deutschland vorkommenden Arten der Brachyura und Caridea kommen meist nur in 

Bundeswasserstraßen oder Unterläufen von Flüssen der Küstenregion vor. 


EDER, E. & W. HÖDL (1998): Flusskrebse Österreichs.- Stapfia 58: 289 S. und Kataloge des oö. Landesmuse- 

ums, Neue Folge 137. 289 S., Linz. 

HANNEMANN, H.-J., B. KLAUSNITZER & K. SENGLAUB (1992): Exkursionsfauna von Deutschland, Band 1 Wir- 

bellose (ohne Insekten): 1-637. 


GLEDHILL, T., D.W. SUTCLIFFE & W.D. WILLIAMS (1993): British Freshwater Crustacea Malacostraca: A Key 

with ecological Notes. - Freshw. Biol. Ass. Sci. Publ. 52: 1-173. 

HOLTHUIS, L.B. & G.R. HEEREBOUT (1976): De Nederlandse Decapoda (Garnalen, Kreeften en Krabben). - 

Wetenschappelijke Mededelingen van de Koninklijke Nederlandse Natuurhistorische Vereniging 111: 1-55. 

(Zudem auch nomenklatorische Referenz). 

KÖHN, J. & F. GOSSELCK (1989): Bestimmungsschlüssel der Malakostraken der Ostsee. – Mitt. Zool. Mus. Ber- 

lin 65 (1): 3-114. 



PÖCKL, M. & E. EDER (1998): Bestimmungsschlüssel der in Österreich vorkommenden Flußkrebse. In EDER, E. 

& M. PÖCKL: Flusskrebse Österreichs.- Stapfia 58: 9-28. (Zudem auch nomenklatorische Referenz). 

SCHAEFER, M. (2000): Brohmer, Fauna von Deutschland.- 791 S., Quelle & Meyer, Wiebelsheim. 

Amphipoda 

Nomenklatur: EGGERS & MARTENS (2001) 

In kaum einer anderen Gruppe ist die Zahl der Neozoen so hoch. Bei den Amphipoden der 

Taxaliste liegt ihr Anteil bei über 60%. Die Ausbreitung zumindest einiger Neozoen ist sicher 

noch nicht beendet, so dass Angaben zur Verbreitung mit Vorsicht zu betrachten sind. Auch 

mit dem Auftreten neuer Arten ist zu rechnen, die innerhalb kurzer Zeit hohe Abundanzen 

erreichen können. Diese Neozoen treten allerdings fast ausschließlich in den Bundeswasser- 

straßen auf. 

Für die Bestimmung der Taxa wird lediglich der Schlüssel von EGGERS & MARTENS (2001) 

benötigt. Das kürzlich neu für Deutschland gemeldete Corophium (Chelicorophium) ro- 

bustum (BERNERTH & STEIN 2003, dort auch noch weitere Bestimmungshinweise) ist zwar in 

EGGERS & MARTENS (2001) nicht enthalten, für die Taxaliste ist aber nur die Art C. curvispi- 

num relevant. 


EGGERS, T.O. & A. MARTENS (2001): Bestimmungsschlüssel der Süßwasser-Amphipoda (Crustacea) Deutsch- 

lands. - Lauterbornia 42: 1-68. (Zudem auch nomenklatorische Referenz). 


BERNERTH, H. & S. STEIN (2003): Crangonyx pseudogracilis und Corophium robutum (Amphipoda), zwei neue 

Einwanderer im hessischen Main sowie Erstnachweis von C. robustum für Deutschland. - Lauterbornia 48: 57- 

60. 

Isopoda 

Nomenklatur: HENRY & MAGNIEZ (1983) sowie VEUILLE (1979) 

Relevant sind nur die Arten der Gattungen Asellus, Proasellus und Jaera, wobei letztere als 

Neozoe in den Bundeswasserstraßen weit verbreitet ist. 


GRUNER, H.E. (1965): Krebstiere oder Crustacea. V. Isopoda.- In: Dahl, M. & F. Peus (Hrsg.): Die Tierwelt 

Deutschlands und der angrenzenden Meeresteile 51: I-VIII, 1-149. 

HENRY, J.P. & G. MAGNIEZ (1983): Introduction pratique à la systématique des organismes des eaux continenta- 

les francaises. 4. Crustacés Isopodes (Principalement Asellotes). - Bulletin de la Société Linnéenne de Lyon 52 

(10): 319-357. (Zudem auch nomenklatorische Referenz). 

Veuille, M. (1979): Lévolution du genre Jaera Leach (Isopoda ; Asellotes) et ses rapports avec l´histoire de la 

méditerranée.- Bijdragen tot de Dierkunde 49: 195-217. (Zudem auch nomenklatorische Referenz). 


GLEDHILL, T., D.W. SUTCLIFFE & W.D. WILLIAMS (1993): British Freshwater Crustacea Malacostraca: A Key 

with ecological Notes. - Freshw. Biol. Ass. Sci. Publ. 52: 1-173. 



Ephemeroptera 

Nomenklatur: HAYBACH & MALZACHER (2002 und 2003) 

Systematik und Nomenklatur sind bei den Eintagsfliegen in einigen Fällen bis heute umstrit- 

ten. Unterschiedliche Auffassungen manifestieren sich u.a. in den Arbeiten von BAUERNFEIND 

& HUMPESCH (2001) sowie HAYBACH & MALZACHER (2002 und 2003). Da sich Systematik 

und Nomenklatur der hier vorliegenden Taxaliste nach HAYBACH & MALZACHER (2002 und 

2003) richten, die Bestimmungen aber überwiegend anhand des Schlüssels von BAUERNFEIND 

& HUMPESCH (2001) erfolgen, ist es notwendig auf die Unterschiede einzugehen. Dies erfolgt 

u.a. in der Rubrik „Anmerkungen“. 

Der Schlüssel von BAUERNFEIND & HUMPESCH (2001) enthält sämtliche Familien Mitteleuro- 

pas und, bis auf eine Ausnahme, auch alle derzeit aus Deutschland bekannten Arten. Es fehlt 

lediglich Baetis (Acentrella) inexpectata (TSHERNOVA, 1928), die aus Brandenburg und Polen 

bekannt ist (BRAASCH 2001). Da die nahverwandte Art Baetis (Acentrella) sinaica in BAU- 

ERNFEIND & HUMPESCH (2001) enthalten ist, beide Arten aber völlig unterschiedliche Regio- 

nen besiedeln (B. sinaica nur die Alpen und Mittelgebirge, B. inexpectata nur das Tiefland), 

ist schon allein aus dem Fundort zu erkennen, um welche Art es sich handelt. 

Schwierigkeiten bereitet die Bestimmung der Heptageniidae. Obwohl hierzu zahlreiche Be- 

stimmungswerke existieren, ist ihre Anwendung in aller Regel äußerst problematisch. Es wird 

daher auf eine Artbestimmung bei Rhithrogena verzichtet. Ähnliches gilt für die Gattung Ec- 

dyonurus, wobei zu erwähnen ist, dass für die Arten der Ecdyonurus venosus-Gruppe ein neu- 

erer Schlüssel von HAYBACH (1999) vorgelegt wurde. Trotz der klaren und ausführlichen 

Merkmalsbeschreibungen ist ein hohes Maß an Erfahrung notwendig, weshalb nur wenige 

Arten in die Mindestanforderung aufgenommen werden. Um auf die indikatorischen Eigen- 

schaften der Rhithrogena- und Ecdyonurus-Arten nicht völlig verzichten zu müssen, wird als 

Mindestanforderung das subgenerische Gruppenniveau festgesetzt. Die in BAUERNFEIND & 

HUMPESCH (2001) enthaltenen Gruppen sind leider taxonomische Kunstgebilde und keine 

systematischen Einheiten. Die Bestimmung der subgenerischen Gruppen bei Rhithrogena 

erfolgt daher nach LOHSE (2004, in Anlehnung an TOMKA & RASCH 1993). 


BAUERNFEIND, E. & U. H. HUMPESCH (2001): Die Eintagsfliegen Zentraleuropas (Insecta: Ephemeroptera): 

Bestimmung und Ökologie.- Verlag des Naturhistorischen Museums Wien, 239 S., Wien. 

LOHSE, S. (2004): Bestimmungsschlüssel der für Deutschland relevanten Untergruppen der Gattung Rhithrogena 

(Ephemeroptera, Heptageniidae) in Anlehnung an die Operationelle Taxaliste für Fließgewässer in Deutschland.- 

In: Haase, P. & A. Sundermann (2004): Standardisierung der Erfassungs- und Auswertungsmethoden von 

Makrozoobenthosuntersuchungen in Fließgewässern.- Unveröffentlichtes Gutachten im Auftrag der Länderar- 

beitsgemeinschaft Wasser. 




HAYBACH, A. (1999): Beitrag zur Larvaltaxonomie der Ecdyonurus venosus-Gruppe in Deutschland.- Lauter- 

bornia 37: 113-150, Dinkelscherben. 

HAYBACH, A. & C. BELFIORE (2003): Bestimmungsschlüssel für die Larven der Gattung Electrogena Zurwerra 

& Tomka 1985 in Deutschland (Insecta: Ephemeroptera: Heptageniidae).- Lauterbornia 46: 83-87, Dinkelscher- 

ben. 

MALZACHER, P. (1984): Die europäischen Arten der Gattung Caenis Stephens (Insecta: Ephemeroptera).- Stutt- 

garter Beiträge zur Naturkunde, Serie A 373: 1-48. 

MALZACHER, P. (1986): Diagnostik, Verbreitung und Biologie der europäischen Caenis-Arten (Ephemeroptera: 

Caenidae).- Stuttgarter Beiträge zur Naturkunde, Serie A 387: 1-41. 

MÜLLER-LIEBENAU, I. (1969): Revision der europäischen Arten der Gattung Baetis LEACH, 1815 (Insecta: 

Ephemeroptera).- Gewässer und Abwässer 48/49: 1-214. 

STUDEMANN, D., P. LANDOLT, M. SATORI, D. HEFTI & I. TOMKA (1992): Ephemeroptera.- Insecta Helvetica 9. 

TOMKA, I. & P. RASCH (1993): Beitrag zur Kenntnis der europäischen Rhithrogena-Arten (Ephemeroptera, 

Heprtageniidae): R. intermedia METZLER, TOMKA & ZURWERRA, 1987 eine Art der alpestris-Gruppe sowie 

ergänzende Beschreibungen zu fünf weiteren Rhithrogena-Arten.- Mitteilungen der schweizerischen Entomolo- 

gischen Gesellschaft 66: 255-281. 


HAYBACH, A. & P. MALZACHER (2002): Verzeichnis der Eintagsfliegen Deutschlands (Insecta: Ephemeropte- 

ra).- Entomol. Z. 112: 34-45. 

HAYBACH, A. & P. MALZACHER (2003): Verzeichnis der Eintagsfliegen Deutschlands (Insecta: Ephemeroptera) 

(2. aktualisierte Fassung: Stand November 2003).- Entomofauna Germanica 6. 

Sonstige, im Text zitierte Literatur: 

BRAASCH, D. (2001): Acentrella inexpectata (Tshernova, 1928) – eine neue Eintagsfliege (Ephemeroptera) in 

Deutschland.- Ent. Nachr. Ber. (Dresden) 45: 129-130. 

Odonata 

Die Gruppe der Odonaten besteht zu einem großen Teil aus Arten, die bevorzugt Stillgewäs- 

ser besiedeln. Daher wurde in der vorliegenden Taxaliste der Schwerpunkt auf die Aufschlüs- 

selung der Familien gelegt, deren Arten bei Fließgewässeruntersuchungen vorwiegend zu 

erwarten sind. Die einzelnen, in Fließgewässern vorkommenden Arten der Coenagrionidae, 

Aeshnidae und einige Arten der Libellulidae werden vernachlässigt, da deren Bestimmung 

mitunter nicht ganz unproblematisch ist. 

Die Bestimmung der Gruppe erfolgt anhand des Schlüssels von GERKEN & STERNBERG 

(1999). Er umfasst alle europäischen Libellenarten und kann unter Berücksichtigung der 

Verbreitungsangaben zur Bestimmung aller in der Taxaliste enthaltenen Taxa verwendet wer- 

den. 

Dieser Schlüssel ermöglicht jedoch nicht in allen Fällen (Coenagrionidae, einige Libellulidae) 

eine klare Aufschlüsselung der einzelnen Gattungen, weshalb die in der Taxaliste nicht aufge- 

führten Arten auf Familienniveau belassen werden. Bei den Aeshnidae werden (aufgrund ab- 

weichender Nomenklatur) die Gattungen Aeshna und Anax nicht eindeutig getrennt, daher 



wird in der Taxaliste im Feld „Anmerkung“ auf die Seitenzahl verwiesen, auf der die Gattung 

erreicht ist (praxisorientierter Ansatz). 

Ergänzend kann in einigen Fällen der Schlüssel von HEIDEMANN & SEIDENBUSCH (2002) hin- 

zugezogen werden, welcher nur die Libellenlarven Deutschlands (Stand 2002) beinhaltet. 

Dieser enthält mitunter sehr übersichtliche Artbeschreibungen, die bei Zweifelsfällen Klarheit 

bringen können. Für die Bestimmung der Familie der Gomphidae ist der Schlüssel von SUH- 

LING & MÜLLER (1996) heranzuziehen. 

Es ist zu beachten, dass es sich mit Ausnahme des Schlüssels von SUHLING & MÜLLER (1996) 

um Exuvienschlüssel handelt, mit denen aber ebenfalls eine Bestimmung von Tieren im letz- 

ten Larvenstadium möglich ist. Tiere jüngerer Stadien sollten dem in der Liste angegebenen 

nächsthöheren taxonomischen Niveau zugeordnet werden, da die trennenden Merkmale für 

eine weiterführende Bestimmung mitunter noch nicht deutlich ausgeprägt sind. 

Anmerkung: In den letzten Jahren sind in Deutschland einige Libellenneufunde zu verzeich- 

nen. So wurde z.B. die ursprünglich westmediterrane Fließwasserart Boyeria irene kürzlich in 

Bayern nachgewiesen (SUHLING, mündliche Mitteilung); auch Crocothemis 

erythraea ist in Deutschland seit einiger Zeit bodenständig. Dieser Sachverhalt führte zur Be- 

vorzugung eines die Gesamtheit der europäischen Libellenarten umfassenden Bestimmungs- 

werkes, um möglichen Fehlbestimmungen oder Bestimmungs-„Sackgassen“ vorzubeugen. 

Die unter ergänzende Werke aufgeführte Literatur kann in bestimmten Fällen hilfreich sein. 

Allerdings sind dort nicht alle der derzeit in Deutschland zu erwartenden Arten enthalten. 

Bestimmungsliteratur: 

GERKEN, B. & K. STERNBERG (1999): Die Exuvien Europäischer Libellen (Insecta, Odonata). 355 S, Vlg. Arni- 

ka und Eisvogel, Höxter. 

SUHLING, F. & O. MÜLLER (1996): Die Flussjungfern Europas (Gomphidae). Die neue Brehm-Bücherei 628, 

237 S., Westarp (Magdeburg) & Spektrum (Heidelberg). 


BELLMANN, H. (1993): Libellen beobachten und bestimmen. 274 S., Naturbuch-Vlg., Augsburg. 

HEIDEMANN, H. & R. SEIDENBUSCH (2002): Die Libellenlarven Deutschlands. Handbuch für Exuviensammler. 

In: Dahl: Die Tierwelt Deutschlands 72, 328 S., Vlg. Goecke & Evers, Keltern. 

MÜLLER, O. (1990): Mitteleuropäische Anisopterenlarven (Exuvien) – einige Probleme ihrer Determination 

(Odonata, Anisoptera). Deutsche entomologische Zeitschrift N. F. 37: 145-187, Berlin. 

NORLING, U. & G. SAHLÉN (1997): Odonata, Dragonflies and Damselflies. In: Nilsson, A. (Hrsg.): Aquatic In- 

sects of North Europe. A Taxonomic Handbook 2: 13-65, Apollo Books, Stenstrup. 


MÜLLER, J. & M. SCHORR (2001): Verzeichnis der Libellen (Odonata) Deutschlands.- In: Klausnitzer, B. (Hrsg.) 

2001: Entomofauna Germanica Band 5.- Entomologische Nachrichten und Berichte, Beiheft 6: 9-44. 

DÁGUILAR, J. & J.-L. DOMMANGET (1998): Guide de libellules dÉurope et dÁfrique du Nord.- Delachaux & 

Niestle, Lausanne. 



Plecoptera 

Nomenklatur: REUSCH & WEINZIERL (1999) 

Mit dem im Rahmen des hier vorliegenden Projektes neu erstellten Bestimmungswerkes von 

ZWICK (2004) liegt erstmals ein zusammenfassender Schlüssel für die Larven sämtlicher eu- 

ropäischer Gattungen vor. Eine weitergehende Bestimmung bis auf Artniveau ist in diesem 

Schlüssel in einigen wenigen Fällen wiedergegeben. 

Bei den Plecoptera besteht damit die optimale Situation, dass mit Hilfe eines Schlüssels sämt- 

liche Taxa der Mindestbestimmbarkeitsliste bestimmt werden können. 


ZWICK, P. (2004): A key to the west palaearctic genera of stoneflies (Plecoptera) in the larval stage.- In: Haase, 

P. & A. Sundermann (2004): Standardisierung der Erfassungs- und Auswertungsmethoden von Makrozoo- 

benthosuntersuchungen in Fließgewässern.- Unveröffentlichtes Gutachten im Auftrag der Länderarbeitsgemein- 

schaft Wasser. 


SCHMEDTJE, U. & F. KOHMANN (1992): Bestimmungsschlüssel für die Saprobier-DIN-Arten (Makroorganis- 

men).- München. 


REUSCH, H.& A. WEINZIERL (1999): Regionalisierte Checkliste der aus Deutschland bekannten Steinfliegen 

(Plecoptera).- Lauterbornia 37: 87-96. 

Heteroptera 

Nomenklatur: GÜNTHER & SCHUSTER (2001) 

Die allermeisten Arten der Wasserwanzen leben nicht benthisch und tauchen daher eher zufäl- 

lig und nur selten in den Proben auf. Lediglich die Grundwanze Aphelocheirus aestivalis bil- 

det hier eine Ausnahme. 


SCHAEFER, M. (2000): Brohmer. Fauna von Deutschland.- 791 S., Quelle & Meyer, Wiebelsheim. 


SAVAGE, A. A. (1989): Adults of Britshs aquatic Hemiptera: A key with ecological notes.- Freshwater Biological 

Assoziation, Scientific Publication 50: 1-173, Ambleside. 


GÜNTHER, H. & G. SCHUSTER (2000): Verzeichnis der Wanzen Mitteleuropas (Insecta: Heteroptera).- Mitteilun- 

gen des Internationalen Entomologischen Vereins e.V. Supplement 7: 1-69, Frankfurt a.M. 

Megaloptera 

Nomenklatur: HÖLZEL (2000) 

Die Arten der Gattung Sialis leben bevorzugt in schlammigen Ablagerungen. 




ELLIOT, J. M. (1996): Britsh freshwater Megaloptera and Neuroptera: A key with ecological notes.- Freshwater 

Biological Association, Scientific Publication 54: 1-68, Ambleside. 

HÖLZEL, H. (2002): Insecta: Megaloptera.- In: Schwörbel, J. & P. Zwick: Süßwasserfauna von Mitteleuropa,- 

15-16-17: 1-30, Heidelberg. (Zudem auch nomenklatorische Referenz) 

Neuroptera/Planipennia 

Nomenklatur: HÖLZEL & WEIßMAIR (2000) 

In der Taxaliste werden lediglich Osmylus fulvicephalus und Sisyra sp. geführt. Obwohl beide 

Taxa in Fließgewässern verbreitet vorkommen, treten sie nur selten in den Proben auf. 


ELLIOT, J. M. (1996): Britsh freshwater Megaloptera and Neuroptera: A key with ecological notes.- Freshwater 

Biological Assoziation, Scientific Publication 54: 1-68, Ambleside. 

HÖLZEL, H. & W. WEIßMAIR (2002): Insecta: Neuroptera.- In: Schwörbel, J. & P. Zwick: Süßwasserfauna von 

Mitteleuropa,- 15-16-17: 31-86, Heidelberg. (Zudem auch nomenklatorische Referenz) 

Coleoptera 

Nomenklatur: HESS et al. (1999) 

Durch die hololimnische Lebensweise vieler Wasserkäfer hat man bei dieser Gruppe den gro- 

ßen Vorteil, vielfach auf Imagines zurückgreifen zu können. Die Bestimmung der Imagines 

ist zumindest bei männlichen Tieren ausnahmslos bis auf Artniveau möglich und in der Lite- 

ratur gut dokumentiert. Auch sind in jüngerer Zeit umfangreiche Werke zur Larvaltaxonomie 

erschienen. Dennoch gibt es hier noch eine Reihe offener Fragen. Daher werden für die Min- 

destanforderung unterschiedliche Bestimmungsniveaus festgelegt: Zum einen für die Imagi- 

nes und zum anderen für die Larven. Letztere müssen zumeist bis zur Gattung bestimmt wer- 

den. 

Die Wasserkäfer sind die einzige aquatische Insektengruppe, bei der Larven und Imagines in 

größerem Umfange bearbeitet werden müssen. Die hierfür notwendige Literatur ist daher 

auch umfangreicher, als bei jeder anderen Gruppe. 

Eine recht übersichtliche Bestimmung der Imagines bis auf Familien bzw. Gattungsniveau 

gelingt i.d.R. mit den Werken von AMANN et al. (1994) sowie TACHET et al. (2000). Die Ab- 

sicherung dieser und alle weitergehenden Bestimmungen erfolgen mit den Werken von 

FREUDE, HARDE & LOHSE (Bände 3 und 6). Allerdings haben sich im Laufe der Jahre zahlrei- 

che Änderungen ergeben, die in den Supplementbänden derselben Reihe dokumentiert sind. 

Diese Supplementbände sind daher stets mit zu berücksichtigen. Als Ergänzungen sind weite- 

re Bestimmungswerke angegeben, die ebenfalls der Absicherung des Determinationsergebnis- 

ses dienen. 

Die Larven sind bis auf das geforderte Gattungsniveau sämtlichst mit den Werken von 

KLAUSNITZER (1991,1994, 1996, 1997) sowie TACHET et al. (2000) zu bestimmen. 




A) Imagines 

AMANN, E., C. M. BRANDSTETTER & A. KAPP (1994): Käfer am Wasser.- 38 S., Bürs/Österreich. 

FERY, H. (1991): Revision der "minutissimus-Gruppe" der Gattung Bidessus Sharp (Coleoptera: Dytiscidae). - 

Entomologica Basiliensia 14: 57-91. 

FREUDE, H., K. W. HARDE & G. A. LOHSE (1971): Die Käfer Mitteleuropas.- Band 3: 365 S., Krefeld. 

FREUDE, H., K. W. HARDE & G. A. LOHSE (1979): Die Käfer Mitteleuropas.- Band 6: 367 S., Krefeld. 

LOHSE, G. A. & W. H. LUCHT (1989): Die Käfer Mitteleuropas.- Band 12 (1. Supplementband): 346 S., Krefeld. 

LOHSE, G. A. & W. H. LUCHT (1992): Die Käfer Mitteleuropas.- Band 13 (2. Supplementband): 375 S., Krefeld. 

LUCHT, W. H. & B. KLAUSNITZER (1998): Die Käfer Mitteleuropas.- Band 15 (4. Supplementband): 398 S., 

Krefeld. 


ANGUS, R. B. (1992): Insecta: Coleoptera: Hydrophilidae: Helophorinae.- In: Schwörbel, J. & P. Zwick: Süß- 

wasserfauna von Mitteleuropa,- 20/10-2: 1-144, Stuttgart. 

DROST, M. B. P., H. P. J. J. CUPPEN, E. J. V. NIEUKERKEN & M. SCHREIJER (1992): De waterkevers van Neder- 

land.- 280 S., Utrecht. 

HANSEN, M. (1987): The Hydrophiloidea (Coleoptera) of Fennoscandia and Denmark.- Fauna Entomologica 

Scandinavica 18: 1-254, Leiden. 

HEBAUER, F. & B. KLAUSNITZER (1998): Insecta: Coleoptera: Hydrophiloidea: Georissidae, Spercheidae, 

Hydrochidae, Hydrophilidae (exkl. Helophorus).- In: Schwörbel, J. & P. Zwick: Süßwasserfauna von Mitteleu- 

ropa,- 20/7,8,9,10-1: 1-134, Jena. 

HOLMEN, M. (1987): The Aquatic Adephaga (Coleoptera) of Fennoscandia and Denmark. I. Gyrinidae, Halipli- 

dae, Hygrobiidae and Noteridae. - Fauna Entomologica Scandinavica 20: 1- 168, Leiden. 

JÄCH, M. A. (1991): Revision of the Palearctic species of the genus Ochthebius Leach. VII. The subgenus Eni- 

cocerus Stephens (Hydraenidae, Coleoptera). - Elytron 5: 139-158, Barcelona. 

JÄCH, M. A. (1993): Taxonomic revision of the Palaearctic species of the genus Limnebius Leach, 1815 

(Coleoptera: Hydraenidae). - Koleopterologische Rundschau 63: 99-187, Wien. 

KLAUSNITZER, B. (1996): Käfer im und am Wasser. 2.- Die Neue Brehm Bücherei 567: 1-200, Magdeburg. 

NILSON, A. N. & M. HOLMEN (1995): The aquatic adephaga of Fennoscandia and Denmark. 2. Dytiscidae.- 

Fauna Entomologica Scandinavica 32: 1-188, Leiden. 

VONDEL, B. van (1997): Insecta: Coleoptera: Haliplidae. Süßwasserfauna von Mitteleuropa,- In: Schwörbel, J. & 

P. Zwick: Süßwasserfauna von Mitteleuropa,- 20/2,3,4: 1-96, Stuttgart. 

B) Larven 

KLAUSNITZER, B. (1991): Die Larven der Käfer Mitteleuropas.- Band L1: 273 S., Krefeld. 




TACHET, H, P. RICHOUX, M. BOURNAUD & P. USSEGLIO-POLATERA (2000): Invertébrés déau douce. Systéma- 

tique, biologie, écologie. Chapitre 17: Coléoptères. - CNRS Editions: 311-402., Paris. 


HESS, M., D. SPITZENBERG, R. BELLSTEDT, U. HECKES, L. HENDRICH & W. SONDERMANN (1999): Artenbestand 

und Gefährdungssituation der Wasserkäfer Deutschlands.- Naturschutz und Landschaftsplanung 31: 197-211. 



Trichoptera 

Nomenklatur: ROBERT (2001) 

Die Bestimmung der Köcherfliegenlarven erfolgt mit Hilfe der Arbeit von WARINGER & 

GRAF (1997 und Ergänzungen 2000). Dieser sehr gut illustrierte Schlüssel hat aber aufgrund 

seines rein dichotomen Aufbaues einige Nachteile. Diese Nachteile treten insbesondere bei 

Gruppen mit Merkmalsvariationen auf. In einigen Fällen ist daher eine Absicherung der Be- 

stimmungen mit Hilfe anderer Schlüssel notwendig (z.B. PITSCH 1993, WALLACE et al. 1990) 

und wurde entsprechend in der Taxaliste vermerkt. 

Einige Arten (-paare) sind nach heutigem Wissensstand larval nicht sicher trennbar. Aufgrund 

ihrer unterschiedlichen Verbreitung kann man aber, unter Berücksichtigung des Fundpunktes, 

in einigen Fällen eines der möglichen Taxa ausschließen. In besonderer Weise gilt dies vor 

dem Hintergrund der naturbedingten Zunahme der Artenvielfalt von Nord- nach Süddeutsch- 

land, so dass in Norddeutschland in einigen Fällen auf Art- hingegen in Süddeutschland nur 

auf Gattungsniveau bestimmt werden kann. Auf diese Fälle wird in der Taxaliste hingewie- 

sen. 

Besondere Schwierigkeiten treten bei der Bestimmung der Limnephilinae auf. Aufgrund ihres 

Artenreichtums sind Merkmalsunterschiede oftmals nur graduell und nicht selten einer nicht 

unerheblichen Variabilität unterworfen. In Zweifelsfällen sollte daher stets das nächst höhere 

Taxon angegeben werden. Dieser Problematik wurde auch insofern Rechnung getragen, dass 

nur solche Limnephilinae-Taxa Berücksichtigung fanden, die in dem Bestimmungswerk von 

WARINGER & GRAF (1997 und 2000) bis Seite 184 aufgetrennt werden. Diese Abgrenzung ist 

rein pragmatisch, da es sich bei den auf den folgenden Seiten aufgeschlüsselten Taxa auch um 

besonders schwierig zu bestimmende handelt. 

In diesem Zusammenhang sei auch noch auf ein spezielles Problem hingewiesen, dass gele- 

gentlich bei den Alternativen 26 und 27 (S. 156 in WARINGER & GRAF 1997) auftreten kann. 

Die dort abgefragten Merkmale (Vorhandensein, Fehlen bzw. Ausprägung von Skleriten im 

hinteren Abschnitt der lateralen Protuberanzen) sind nur dann zielführend, wenn sie völlig 

eindeutig erkennbar sind. In nicht wenigen Fällen sind Sklerite nur undeutlich erkennbar, was 

eine Bestimmung erschwert. In solchen Fällen sollte von einer weitergehenden Bestimmung 

abgesehen werden und auf das übergeordnete Taxon Chaetopterygini/Stenophylacini zurück- 

gegriffen werden. 

Generell problematisch ist die Artbestimmung, wenn für eine Art der Gattung eine Larvenbe- 

schreibung fehlt. In der Regel handelt es sich aber um sehr seltene oder verschollene Arten. 

Liegt dennoch eine solche Art vor, folgt (fast) zwangsläufig eine Fehlbestimmung. Vor dem 

Hintergrund des allgemeinen Rahmens (Fließgewässerbewertung) und der wenigen Fälle, die 

es hier betrifft, wird dieses Problem aber hingenommen. 




PITSCH, T. (1993): Zur Larventaxonomie, Faunistik und Ökologie mitteleuropäischer Fließwasser-Köcherfliegen 

(Insecta: Trichoptera).- Schriftenreihe des Fachbereichs Landschaftsentwicklung Sonderheft S8: 316 S., Berlin. 

WARINGER, J. & W. GRAF (1997, inkl. der Ergänzungen 2000): Atlas der österreichischen Köcherfliegenlarven 

unter Einschluß der angrenzenden Gebiete.- 286 S., Wien. 


DECAMPS, H. (1970): Les larves de Brachycentridae (Trichoptera) de la faune de France. Taxonomie et ecolo- 

gie.- Annales de Limnologie 6: 51-73, Toulouse. 

EDINGTON, J. M. & A. G. HILDREW (1995): A revised key to the caseless caddis larvae of the British Isles with 

notes on their ecology.- Freshwater Biological Association, Scientific Publication 43: 1-134, Ambleside. 

GRENIER, S., H. DECAMPS & J. GIUDICELLI (1969): Les larvae de Goeridae (Trichoptera) de la Faune de France. 

Taxonomie et ecologie.- Annales de Limnologie 5: 129-161, Toulouse. 

HIGLER, L. W. (1970): The larvae of Cyrnus crenaticornis (KOLENATI, 1859) (Trichoptera, Polycentropodidae).- 

Entomologische Berichte 30: 58-60. 

HIGLER, L. W. & J. O. SOLEM (1986): Key to the larvae of North-West European Potamophylax species 

(Trichoptera, Limnephilidae) with notes on their biology.- Aquatic Insects 8: 159-169, Lisse. 

STROOT, P., H. TACHET & S. DOLEDEC (1988): Les larves dÉcnomus tenellus et dÉcnomus deceptor (Trichop- 

tera, Ecnomidae): Identification, distribution, biologie et ecologie.- Bijdragen tot de Dierkunde 58: 259-269, 

Amsterdam. 

SZCZESNY, B. (1978): Larvae of the genus Philopotamus STEPHENS, 1829 (Insecta: Trichoptera) in Poland.- Acta 

Hydrobiol. 20: 55-61. 

WALLACE, I. D., B. WALLACE & G. N. PHILIPSON (1990): A key to the case-bearing caddis-larvae of Britain and 

Ireland.- Freshwater Biological Association, Scientific Publication 51: 1-237, Ambleside. 

WEINZIERL, A. (1999): Neues über Molanna nigra und einige seltenere Leptoceridae aus Bayern (Insecta: 

Trichoptera).- Lauterbornia 36: 9-12, Dinkelscherben. 


ROBERT, B. (2001): Verzeichnis der Köcherfliegen (Trichoptera) Deutschlands.- Entomol. Nachr. Ber. Beiheft 6: 

107-151. 

Diptera 

Nomenklatur: SCHUMANN et al. (1999) 

Die große Gruppe der Diptera besteht im Wesentlichen aus Vertreten terrestrischer Habitate. 

In die Operationelle Taxaliste wurden nur solche Familien bzw. Gruppen einzelner Familien 

aufgenommen, die einen Bezug zu (semi-) aquatischen Lebensräumen aufweisen. 

Als zusammenfassendes Bestimmungswerk wird der an die Operationelle Taxaliste angepass- 

te und im Rahmen des hier vorliegenden Projektes neu erstellte Bestimmungsschlüssel von 

SUNDERMANN & LOHSE (2004) empfohlen. Zur Bestimmung der Blephariceridae soll der 

Schlüssel von FRUTIGER & JOLIDON (2000) verwendet werden. In der Regel werden Tiere im 

Puppenstadium bei der Bearbeitung der Makrozoobenthos-Proben nicht berücksichtigt. Eine 

Ausnahme bilden hier jedoch die Blephariceridae. Bei dieser überschaubaren Gruppe kann bei 

Anwendung des Bestimmungsschlüssels von FRUTIGER & JOLIDON (2000), anders als bei ei- 

nigen Larven, direkt das Artniveau angesprochen werden. 



Anmerkungen zu einigen Familien 

Der Grad der Bestimmung der Chironomidae richtet sich nach dem zeitlichen Aufwand für 

die Determination. Da weder eine Präparation der Tiere, noch eine mikroskopische Untersu- 

chung vorgesehen ist, unterbleibt die Unterteilung in sämtliche Unterfamilien. Unter Chiro- 

nomidae Gen. sp. werden alle nicht als separates Taxon geführten Gruppen zusammengefasst. 

In der Regel soll die Unterteilung in die Tribi Chironomini und Tanytarsini vorgenommen 

werden, bei unzureichender Erkennbarkeit des Merkmals kann auf die Unterfamilie Chirono- 

minae zurück gegriffen werden. Halbe Tiere werden nur dann berücksichtigt, wenn sie die im 

Bestimmungsschlüssel abgefragten Merkmale aufweisen. Die Auftrennung der Empididae 

erfolgt nach den aufgeführten Taxa. Überwiegend terrestrische Gruppen wie z.B. die Gattung 

Empis oder Phyllodromia wurden nicht in die Taxaliste und somit auch nicht in den Bestim- 

mungsschlüssel von SUNDERMANN & LOHSE (2004) aufgenommen. In äußerst seltenen Fällen 

kann es daher zu einer Fehlbestimmung terrestrischer Taxa kommen, die aber bei der Bearbei- 

tung von Proben im Rahmen der Fließgewässerbewertung hingenommen wird. Gleiches gilt 

für terrestrische Taxa der Muscidae. Für die in Deutschland vorkommenden aquatischen Li- 

moniidae ist derzeit kein vollständiger Bestimmungsschlüssel vorhanden. Es wurden daher 

wenige, gut erkennbare und abundante Taxa in die Taxaliste und somit auch in den Bestim- 

mungsschlüssel von SUNDERMANN & LOHSE (2004) aufgenommen. Alle weiteren Limoniidae 

werden unter Limoniidae Gen. sp. zusammengefasst. Bei den Stratiomyidae wird die relativ 

einfache Unterteilung in die Arten Beris clavipes und B. vallata und die Gattung Nemotelus 

vorgenommen. Die Differenzierung der weiteren Taxa ist unter dem Binokular schwierig, so 

dass diese unter dem Taxon Stratiomyidae Gen. sp. zusammengefasst werden. Auch bei den 

Stratiomyidae können in seltenen Fällen terrestrische Taxa in den Proben enthalten sein. Bei 

der Bestimmung wird der Bearbeiter jedoch in diesen Fällen zum Taxon Stratiomyidae Gen. 

sp. kommen, so dass keine gravierende Fehlbestimmung auftritt. 

Innerhalb der Tipulidae wird lediglich die Unterteilung in die Gattungen Dolichopeza und 

Tipula vorgenommen. Eine weitere Differenzierung wäre auch hier mit erheblichen zeitlichen 

Aufwand verbunden. Äußerst seltene Taxa wie Nigrotipula oder Prionocera wurden für die 

Taxaliste nicht berücksichtigt. Bei Auftreten dieser Gattungen würde mit Tipula sp. auch hier 

eine Fehlbestimmung erfolgen. 


FRUTIGER, A.& C. JOLIDON (2000): Bestimmungsschlüssel für die Larven und Puppen der in der Schweiz, in 

Österreich und in Deutschland vorkommenden Netzflügelmücken (Diptera: Blephariceridae), mit Hinweisen zu 

ihrer Verbreitung und Phänologie.- Mitteilungen der schweizerischen entomologischen Gesellschaft 73: 93-108, 

Neuchâtel. 

SUNDERMANN, A. & S. LOHSE (2004): Bestimmungsschlüssel für die aquatischen Zweiflügler (Diptera) in An- 

lehnung an die Operationelle Taxaliste für Fließgewässer in Deutschland. In: Haase, P. & A. Sundermann 

(2004): Standardisierung der Erfassungs- und Auswertungsmethoden von Makrozoobenthosuntersuchungen in 

Fließgewässern.- Unveröffentlichtes Gutachten im Auftrag der Länderarbeitsgemeinschaft Wasser. 




MCALPIN, J.F., B.V. PETERSON,G.E. SHEWELL, H.J. TESKY, J.R. VOCKEROTH & D.M. WOOD. (1981): Manual 

of Nearctic Diptera. Volume 1 & 2, 1344 S. – Res. Brch Agriculture Can. Monogr. No. 27 & 28, Ottawa. 

NILSSON, A. N. (Hrsg. 1997): Aquatic Insects of North Europe. A taxonomic handbook. Volume 2: Odonata, 

Diptera. – 2099 Abb., 440 S., (Apollo Books) Stenstrup. 

PAPP, L. & B. DAVAS (Hrsg., 1997): Contribution to a manual of Palearctic Diptera (with special reference to 

flies of economic importance). Volume 2: Nematocera and lower Brachycera. 1861 Abb. – 592 S., (Science 

Herald) Budapest. 


flies of economic importance). Volume 3: Higher Brachycera. 1174 Abb. – 880 S., (Science Herald) Budapest. 


flies of economic importance) (Appendix). 2139 Abb. – 604 S., (Science Herald) Budapest. 

RIVOSECCI, L. (1984): Ditteri (Diptera). 70 Abb. – Guide per il riconoscimento delle specie animali delle acque 

interne italiane 28, 177 S., (Consiglio nazionale delle ricerche) Roma. 

TACHET, H., P. RICHOUX, M. BOURNAUD & P. USSEGLIO-POLATERA (2000): Invertébrés d’eau douce, systéma- 

tique, biologie, écologie. CNRS Éditions, Paris: 1-588. 

TOMKA, I & P. RASCH (1993): Beitrag zur Kenntnis der europäischen Rhithrogena-Arten (Ephemeroptera, Hep- 

tageniidae): R. intermedia METZLER, TOMKA & ZURWERRA, 1987 eine Art der alpestris-Gruppe sowie 

ergänzende Beschreibungen zu fünf weiteren Rhithrogena-Arten.- Mitteilungen der Schweizerischen Entomolo- 

gischen Gesellschaft 66: 255-281. 


SCHUMANN, H., R. BÄHRMANN & A. STARK (1999): Checkliste der Dipteren Deutschlands. Entomofauna Ger- 

manica 2., Studia dipterologica Supplement 2: 1-354, Halle (Saale). 

5.8 Abschließende Anmerkungen 

Trotz zum Teil klar formulierter Kriterien für die Aufnahme von Taxa in diese Liste ist die 

Konsistenz nicht immer auf Anhieb ersichtlich. In einer Reihe von Fällen flossen weitere Ü- 

berlegungen mit ein, deren Darstellung im Einzelnen den hier vorgegebenen Rahmen ge- 

sprengt hätte. Darüber hinaus gibt es in Einzelfällen unterschiedliche (wissenschaftliche) Auf- 

fassung, was die Aufnahme bzw. den Ausschluss einzelner Taxa anbelangt. In solchen Fällen 

musste durch die Autoren eine abschließende Entscheidung getroffen werden. 

Ein ganz anderes Problem ist bei der hier vorliegenden Zusammenstellung ebenfalls sehr 

deutlich geworden: In nicht wenigen Fällen mangelt es an geeigneten Bestimmungsschlüs- 

seln, obwohl vielfach das notwendige „know how“ vorhanden ist. Diese Lücken sollten so- 

bald wie möglich geschlossen werden. Dabei muss es bei Bestimmungsschlüsseln nicht im- 

mer darum gehen, sämtliche Arten voneinander zu trennen, zumal dieses in manchen Fällen 

(noch) nicht möglich ist. Die taxonomischen Kenntnisse sind aber viel weitreichender, als in 

der Literatur derzeit publiziert, oder aber diese Kenntnisse sind über zahlreiche Einzelpublika- 

tionen verstreut, so dass nur wenige Spezialisten den notwendigen Überblick behalten. An 

dieser Situation sollte unbedingt was geändert werden. 



6 Bestimmungsschlüssel 

Ein wesentliches Kriterium der Operationellen Taxaliste ist die Möglichkeit der Bestimmung 

einer Ordnung (Gruppe) mit (im Idealfall nur) einem zusammenfassenden Bestimmungs- 

schlüssel. Für viele Ordnungen (Gruppen) liegen solche Werke vor. Anders allerdings bei den 

Diptera und Plecoptera, bei denen bis heute geeignete zusammenfassende Werke fehlen. Da- 

her wurden im Rahmen dieses Projektes für diese beiden Ordnungen neue Bestimmungs- 

schlüssel erstellt. 

Bei den Ephemeroptera und Turbellaria liegen gute und aktuelle Bestimmungsschlüssel vor. 

Allerdings fehlten in beiden Schlüsseln einzelne wichtige Taxa. Durch ebenfalls im Rahmen 

dieses Projektes erstelle Ergänzungen können nun auch diese Taxa berücksichtigt werden. 

Die neu erstellten Bestimmungsschlüssel sowie die Ergänzungen sind im Anhang aufge- 

führt. 

6.1 Plecoptera 

Für die Gruppe der Plecoptera fehlte bislang ein zusammenfassendes Werk, welches sämtli- 

che in Deutschland vorkommenden Gattungen berücksichtigt. Aus diesen Gründen wurde 

Prof. ZWICK (Schlitz) mit der Erstellung eines entsprechenden Bestimmungsschlüssels beauf- 

tragt. 

Da dieser Schlüssel nicht nur die in Deutschland, sondern sämtliche West Palearktischen Gat- 

tungen behandelt, ist er von überregionaler Bedeutung und wurde daher in englischer Sprache 

verfasst (ZWICK 2004). 

6.2 Diptera 

Auch für die Bearbeitung der Diptera lag bislang kein zusammenfassendes Bestimmungswerk 

vor, mit welchem die in der Operationellen Taxaliste aufgeführten Taxa effektiv hätten be- 

stimmt werden können. Der ebenfalls im Rahmen dieses Projektes neu erstellte Bestim- 

mungsschlüssel „Bestimmungsschlüssel für die aquatischen Zweiflügler (Diptera) in Anleh- 

nung an die Operationelle Taxaliste für Fließgewässer in Deutschland“ von SUNDERMANN & 

LOHSE (2004) wird diese Lücke schließen. 

6.3 Ergänzung Ephemeroptera (Rhithrogena) 

Die Bestimmung der Ephemeroptera der Operationellen Taxaliste erfolgt mit dem Werk von 

BAUERNFEIND & HUMPESCH (2001). Allerdings wird dort die Gattung Rhithrogena in künstli- 

che (nicht systematische) Gruppen unterteilt. Mittels der im Anhang wiedergegebenen Ergän- 

zung können nun die verschiedenen (Unter-) Gruppen der Gattung Rhithrogena getrennt wer- 

den (LOHSE 2004). 



6.4 Ergänzung Turbellaria 

Für die Bestimmung der Turbellaria wird das Werk von REYNOLDSON & YOUNG (2000) emp- 

fohlen. Dieses enthält sowohl einen Schlüssel für die Bestimmung lebender Tiere im Gelände 

als auch eine Anleitung, die genutzt werden kann, um möglicherweise im Gelände übersehene 

Tiere im Labor zu bestimmen. Der Schlüssel deckt mit Ausnahme von zwei Arten (Dugesia 

gonocephala und Dendrocoelum romanodanubiale) alle Taxa der Operationellen Taxaliste 

ab. Um auch diese beiden Taxa im Gelände mit REYNOLDSON & YOUNG (2000) erfassen zu 

können, wurde eine entsprechende Ergänzung erstellt (PAULS 2004). 



7 Zusammenfassung 

Hauptaufgabe des hier vorgestellten Projektes ist die Entwicklung einer standardisierten Un- 

tersuchungs-Methode für das Makrozoobenthos in Fließgewässern im Rahmen der Umset- 

zung der EU-Wasserrahmenrichtlinie in Deutschland. 

In einem ersten Ansatz wurden mit der RIVPACS- und der AQEM/STAR-Methode zwei ver- 

schiedene Gesamtverfahren (für Aufsammlung und Sortierung) getestet. An jeweils 28 Ge- 

wässerabschnitten wurden mit beiden Methoden Parallelproben genommen und mit den resul- 

tierenden Taxalisten die Bewertungsergebnisse nach dem neuen deutschen multimetrischen 

Bewertungsverfahren errechnet. In 11 Fällen (39%) ergaben sich mit den beiden Aufsamm- 

lungsmethoden unterschiedliche ökologische Zustandsklassen. Diese hohe Differenz verdeut- 

licht, dass verschiedene Methoden unterschiedliche Ergebnisse erzeugen und unterstreicht die 

Notwendigkeit, eine einheitliche, standardisierte Methode festzulegen. 

Die Standardisierung erstreckt sich dabei auf die folgenden Bearbeitungsschritte: 

• Aufsammlung 

• Sortierung und 

• Bestimmung 

Für die einzelnen Schritte wurde empirisch oder mittels Methodenvergleichsuntersuchungen 

das jeweils geeignetste Verfahren abgeleitet oder entwickelt. 

Eine geeignete Aufsammlungsmethode muss sowohl in quantitativer (relativ konstanter Pro- 

benumfang durch Flächenbezug) als auch in qualitativer Hinsicht (paritätische Berücksichti- 

gung der vorhandenen Substrate) reproduzierbar sein. Diesen Ansprüchen genügt die in ho- 

hem Maße standardisierte Aufsammlungsvorschrift nach AQEM/STAR. 

Ausgehend von der AQEM/STAR-Aufsammlungsvorschrift war es naheliegend, auch die 

AQEM/STAR-Sortiervorschrift zu testet. Hierbei zeigte sich allerdings, dass der zeitliche 

Aufwand (und damit auch die Kosten) für die Bearbeitung einer AQEM/STAR-Probe mit im 

Mittel 12,6 Stunden für ein bundesweit anzuwendendes Verfahren im Routinebetrieb deutlich 

zu hoch ist. Da hierbei über 80% der Zeit auf die Sortierung und Bestimmung der Taxa entfal- 

len, konzentrierten sich die weiteren Untersuchungen auf diesen Bereich. 

Hierzu wurde im Rahmen dieses Projektes eine Variante der AQEM/STAR-Sortiermethode 

entwickelt. Bei dieser Variante wird eine AQEM/STAR-Probe über einem 2 mm Sieb in eine 

Grob- (≥ 2 mm) und eine Feinfraktion (< 2 mm) getrennt; beide Fraktionen wurden getrennt 



ausgewertet. Die Grobfraktion, die einen deutlich höheren Anteil bis auf Artniveau bestimm- 

barer (und damit bewertungsrelevanter) Taxa enthalten sollte, enthielt im Vergleich zur voll- 

ständig sortierten Probe weniger als die Hälfe der Individuen, aber über 80% der Taxa. Damit 

sank einerseits der Zeitaufwand für Probennahme, Sortierung und Bestimmung auf nahezu die 

Hälfte, während andererseits in 87% der Fälle dieselbe ökologische Zustandklasse wie die der 

Gesamtprobe erzielt wurde. 

Die neu entwickelte Variante AQEM/STAR-Grobfraktion wurde gegen die RIVPACS- und 

die Lebend-Sortierung (nach BRAUKMANN 2000) getestet. Als Bezugspunkt für alle drei Vari- 

anten diente eine vollständig aussortierte AQEM/STAR-(Unter-)Probe, da diese von allen 

getesteten Varianten die höchsten Individuen- und Taxazahlen liefert. Die Ergebnisse sind in 

Tabelle 7.1 zusammengefasst. 

Tab. 7.1: Übersicht zu dem Sortiermethodenvergleich. 

Zeitaufwand [h] 

(Sortierung + Bestimmung) 

Mittlere Individuenzahl 

AQEM/STAR- 

Gesamt 

AQEM/STAR- 

Grobfraktion ≥ 2 mm 

RIVPACS Lebend 

10,6 (n=70) 5,1 (n=70) 4,3 (n=20) 1,7 (n=20) 

1066 

(n=70) 

469 

(n=70) 

385 

(n=20) 

225 

(n=20) 

Mittlere Taxazahl 52 (n=70) 42 (n=70) 39 (n=20) 28 (n=20) 

Relative Taxazahlen [%] 100 (Bezugsgröße) 81 (n=70) 72 (n=20) 48 (n=20) 

„Richtige“ ökologische Zu- 

standsklasse [%] 

100 (Bezugsgröße) 87 (n=70) 85 (n=20) 60 (n=20) 

Der Methodenvergleich zeigt, dass das Lebend-Sortierverfahren zwar deutlich am schnellsten 

ist, jedoch in 40% der Fälle eine von der Gesamtprobe abweichende ökologische Zustands- 

klasse erzielt. 

Das RIVPACS-Verfahren erzielt ähnliche Ergebnisse wie die AQEM/STAR-Grobfraktion. 

Allerdings ist die RIVPACS-Sortiervorschrift wesentlich komplexer, was zum einen höhere 

Anforderungen an die Bearbeiter bedeutet und zum andern die Variabilität deutlich erhöht. 

Aus diesen Gründen erscheint die modifizierte AQEM/STAR-Sortiervorschrift am geeignets- 

ten. 

Für eine Standardisierung der Bestimmungsergebnisse wurde eine Operationelle Taxaliste 

entwickelt. Sie enthält insgesamt 862 Makrozoobenthostaxa. Für jede Taxagruppe werden 

geeignete Bestimmungsschlüssel vorgegeben. Darüber hinaus wurden für die Plecoptera und 

Diptera neue Schlüssel sowie kleinere Ergänzungen zu vorhandenen Bestimmungsschlüsseln 

für die Turbellaria und Ephemeroptera erstellt. 

Die Taxa der Operationellen Taxaliste enthalten zur eindeutigen Identifizierung die entspre- 

chenden EDV-Nummern und sind mit ökologischen Indexinformationen hinterlegt. 



Als bundesweit anzuwendendes Verfahren zur Untersuchung von Makrozoobenthosproben in 

Fließgewässern für die Zwecke der EU-WRRL wird daher die im Rahmen dieses Projektes 

entwickelte Modifikation der AQEM/STAR-Methode sowie die daraufhin abgestimmte und 

ebenfalls hier entwickelte Operationelle Taxaliste empfohlen. Diese Methodik eignet sich 

sowohl für durchwatbare wie für nicht durchwatbare Gewässer und wird ausführlich be- 

schrieben. Für die Bundeswasserstraßen wird in Ergänzung hierzu von der BfG eine eigen- 

ständige Methode vorgestellt. 



8 Dank 

Ganz besonderer Dank geht an die Kolleginnen und Kollegen Dr. Andreas Dettinger-Klemm, 

Thomas O. Eggers, Christian Feld, Dr. Wolfram Graf, Dr. Clemens Grosser, Dr. Arne Hay- 

bach, PD Dr. Franz Hebauer, Monika Hess, Sandra Kramm, Dr. Hasko Nesemann, Dr. Claus 

Orendt, Dr. Herbert Reusch, Berthold Robert, Wolfram Sondermann, Dr. Frank Suhling, Prof. 

Dr. Rüdiger Wagner, Armin Weinzierl und Dr. Heide Zwick für zahlreiche kritische Hinweise 

und ohne deren Unterstützung die Erstellung der Operationellen Taxaliste bzw. der Bestim- 

mungsschlüssel nicht möglich gewesen wäre! 



9 Literatur 

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katisch geprägtem Einzugsgebiet – wirkt sich gewässermorphologische Degradation auf 

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richt 2001 (Kiel), Tutzing 2002: 87-92. 

MAUCH, E., U. SCHMEDTJE, A. MAETZE & F. FISCHER (2003): Taxaliste der Gewässerorga- 

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PAULS, S. (2004): Ergänzungen zu Reynoldson & Young (2000). Im Anhang dieses Berichtes. 

RAWER-JOST, C. (2001): Eignung und Variabilität von Verfahren zur ökologischen Bewer- 

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REYNOLDSON, T.B. & YOUNG, J.O. (2000): A Key to the Freshwater Triclads of Britain and 

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SCHMEDTJE, U., SOMMERHÄUSER, M., BRAUKMANN, U., BRIEM, E., HAASE, P. & HERING, D. 

(2001): Top down - bottom up -Konzept einer biozönotisch begründeten Fließgewässer- 

typologie.- DGL-Tagungsbericht 2000: 147-151. 



SUNDERMANN, A. & S. LOHSE (2004): Bestimmungsschlüssel für die aquatischen Zweiflügler 

(Diptera) in Anlehnung an die Operationelle Taxaliste für Fließgewässer in Deutschland. 

Im Anhang dieses Berichtes. 

ZWICK, P. (2004): A key to the West Palaearctic genera of stoneflies (Plecoptera)in the larval 

stage. Im Anhang dieses Berichtes.

Abschlussbericht des Forschungsprojektes

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