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Solubilisierung stark lipophiler Arzneistoffe in lipidhaltige ...

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Kapitel III Experimenteller Teil<br />

III.7 Untersuchungen mittels MAKE<br />

Für die Messungen wurden e<strong>in</strong> 3D CE-System der Firma Hewlett-Packard (Waldbronn,<br />

Deutschland) mit <strong>in</strong>tegriertem Autosampler und DAD (190-600 nm) sowie e<strong>in</strong>er<br />

unbeschichteten Quarzkapillare (∅ 50 µm) e<strong>in</strong>gesetzt und die E<strong>in</strong>stellungen +15 kV,<br />

25 °C und 10 mbar.s Druck der hydrodynamischen Injektion gewählt. Die Gesamtlänge<br />

der Kapillare (L G) betrug 48,5 cm; die effektive Länge der Kapillare bis zum<br />

Detektorfenster (L D) war 40 cm. Die Kapillare wurde vor dem ersten Lauf 12 m<strong>in</strong> und vor<br />

jedem weiteren Lauf 3 m<strong>in</strong> mit e<strong>in</strong>er 0,1 M NaOH-Lösung gespült. Bei den<br />

Untersuchungen mit HTAB wurde Salzsäure 0,1 M zum Spülen statt NaOH e<strong>in</strong>gesetzt.<br />

Die Detektion erfolgte kathodenseitig (NaGDC- und Br35-Systeme) bei 220 und<br />

243 nm. Beim E<strong>in</strong>satz von kationischen Tensiden als Mizellbildner mussten die<br />

Polaritäten der Elektroden bzw. die Detektionsseite auf Grund der Richtungsumkehr des<br />

EOF im Vergleich zu Messungen mit anionischen Mizellbildnern auch ausgetauscht<br />

werden. Die Probenaufgabe der HTAB-Systeme erfolgte daher am kathodischen Ende<br />

der Kapillare und die Detektion am anodischen Ende.<br />

Sudan III (SIII) lässt sich ausschließlich <strong>in</strong> den Mizellen lösen und wurde deshalb als<br />

Mizellmarker verwendet. Als spezifischer Marker für die wässrige Phase kam DMSO zum<br />

E<strong>in</strong>satz. Es wurde dabei versucht, sowohl die Konzentrationen der Marker als auch des T<br />

so ger<strong>in</strong>g wie möglich zu halten, um störende Effekte wie Veränderungen <strong>in</strong> mizellarer<br />

Struktur und Größe möglichst auszuschließen [232].<br />

Die Berechnung des Kapazitätsfaktors k´ und der effektiven Mobilität µ eff erfolgte über<br />

die folgenden Gleichungen:<br />

tR -t0<br />

k´=<br />

⎛ t ⎞ R t0⎜1- t<br />

⎟<br />

⎝ mc ⎠<br />

Gl. III.7-1<br />

Dabei ist t 0 die Migrationszeit des DMSO-Peaks, t R des Wirkstoffs und t mc der mizellaren<br />

Phase (Sudan III) <strong>in</strong> M<strong>in</strong>uten.<br />

µ eff lässt sich durch die Gleichungen Gl. II.9-13 und Gl. II.9-17 direkt aus den Elektropherogrammen<br />

ermitteln (Gl. III.7-2).<br />

µ<br />

eff<br />

LG ⋅ L ⎛ D 1 1⎞<br />

= ⎜ − ⎟<br />

U t t<br />

⎝ R 0 ⎠<br />

wobei µ eff <strong>in</strong> [cm 2 .S -1 .V -1 ], U <strong>in</strong> Volt [V] und L G sowie L D <strong>in</strong> [cm] s<strong>in</strong>d.<br />

Gl. III.7-2<br />

III.8 Permeationsmodell nach Fürst-Neubert zur Untersuchung der<br />

passiven Diffusion<br />

Für die Transportuntersuchungen durch künstliche Membranen kam das Permeationsmodell<br />

von Fürst und Neubert [233] zur Anwendung (Abb. 14). Das Modell besteht aus<br />

zu e<strong>in</strong>em Block nebene<strong>in</strong>ander angeordneter Polyacrylpermeationszellen, die mit e<strong>in</strong>er<br />

Halterung an e<strong>in</strong>er Vibrationse<strong>in</strong>richtung befestigt s<strong>in</strong>d und sich <strong>in</strong> e<strong>in</strong>em auf 37 °C<br />

temperierten Wasserbad bef<strong>in</strong>den. E<strong>in</strong>e Rüttelapparatur sorgt für e<strong>in</strong>e waagerechte<br />

Bewegung mit e<strong>in</strong>er e<strong>in</strong>stellbaren Frequenz und dient zur reproduzierbaren Bildung der<br />

Diffusionsschichten durch ständiges Durchmischen der Flüssigkeit <strong>in</strong> den Kompartimenten<br />

und der unbewegten an der Membran haftenden Nernst’schen wässrigen<br />

Grenzschichten [234]. Die künstliche Membran kommt zwischen die beiden Zellhälften<br />

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