Auswirkungen von Herbiziden mit unterschiedlichen Wirkmodi auf ...

Auswirkungen von Herbiziden mit unterschiedlichen Wirkmodi
auf das Periphyton und Phytoplankton in Mikrokosmen
Bearbeiter: Miriam Langer-Jaesrich
Abschlussarbeit des Postgradualstudiums zum Fachökotoxikologen
(SETAC/GDCH)
Betreuender Kursleiter: Prof. Jörg Oehlmann (Universität Frankfurt)
Betreuer beim Umweltbundesamt: Rüdiger Berghahn & Silvia Mohr
Foto: Anne Rinn
Kunstzeichnungen auf Aufwuchsträgerplatten
KEEP YOUR BOOTS MUDDY
Ausstellung am Umweltbundesamt
http://www.anne-rinn.de/arbeiten/arbeiten1_82.html
1

Hiermit bestätige ich, dass das vorgeschlagene Thema nicht Bestandteil meiner Routinearbeit
beim Arbeitgeber bzw. Doktorarbeit oder laufenden Tätigkeit ist.
Tübingen, den 11.2.2011 Miriam Langer-Jaesrich
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Danksagung
An dieser Stelle möchte ich mich ganz herzlich beim Umweltbundesamt bedanken, für die
großartige Möglichkeit am Mikrokomosprojekt mitzuwirken.
Mein persönlicher Dank gilt hierbei Dr. Silvia Mohr für die enge und überaus hilfreiche
Betreuung, sowie dem ganzen FSA-Team, wobei ich namentlich Bonny Alscher, Rüdiger
Berghahn, Rita Böttger, Michael Feibicke, Verena Hübner, Stefan Meinecke, Stefan Loth,
Ralf Schmidt, Ronny Schmiedliche und Erkki Svetich-Will hervorheben möchte.
Besonders verpflichtet fühle ich mich darüber hinaus Johanna Schott und Karin Friede, mit
denen ich stets harmonisch zusammenarbeiten und großartige (sowie lehrreiche) Stunden
während des wunderschönen Berliner Sommers erleben durfte.
Ferner gilt mein Dank meinem Mann, der mich trotz Hochzeitsplanung widerspruchslos nach
Berlin hat ziehen lassen und mich immer tatkräftig unterstützte.
Abschließend möchte ich mich auch bei Prof. Dr. Jörg Oehlmann für die Betreuung und die
Übernahme des Gutachtens bedanken.
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1. Einleitung
1.1 Wirkstoffe
2. Material und Methoden
Gliederung:
2.1 Fließ- und Stillgewässersimulationsanlage
2.2 Versuchsdesign
2.3 Aufbau und Etablierung der Teich-Mikrokosmen
2.4 Dotierung der Herbizide
2.5 Makrophyten: Probennahme und Aufbereitung
2.6 Periphyton und Phytoplankton: Probennahme und Aufbereitung
2.7 Bestimmung des Gesamtchlorophylls
2.8 Herbizid-Analytik
2.9 Abiotik
2.10 Statistische Auswertung
3. Ergebnisse
3.1 Isoporturon
3.2 Fluroxypyr
3.3 Clodinafop
4. Diskussion
4.1 Isoproturon
4.2 Fluroxypyr
4.3 Clodinafop
4.4 Methodik
4.5 Zusammenfassung und Ausblick
5. Referenzen
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1. Einleitung
Pestizide werden in der Landwirtschaft eingesetzt, um eine bessere Bearbeitung und einen
höheren Ertrag von Nutzpflanzen zu gewährleisten. Durch Winddrift bei der Applikation oder
durch run off mit Regenwasser nach der Applikation kann es jedoch geschehen, dass
Herbizide auch in Nichtziel-Ökosysteme gelangen (Fent 2003; Schulz 2001). Beispiele für
solche Nichtzielökosysteme sind alle terrestrischen Flächen außerhalb der vorgesehenen
Anbauflächen und anliegende Gewässer (EU 2002a; EU 2002b).
Herbizide stellen in Europa mehr als 35% des Volumens der eingesetzten Pestizide dar.
Betrachtet man nur die skandinavischen Länder, sind es sogar 74% (Cedergreen und Streibig
2005; Solomon et al. 1996). Deshalb werden Herbizide besonders häufig auch in aquatischen
Systemen gefunden (Cedergreen und Streibig 2005; Solomon et al. 1996). Da Herbizide
besonders dafür entwickelt wurden, unerwünschte Pflanzen zu beseitigen, ist es
wahrscheinlich, dass die sensitivste Gruppe der aquatischen Nichtzielorganismen aquatische
Makrophyten oder Algen darstellen (Cedergreen and Streibig 2005). Um die negativen
Auswirkungen auf Gewässer erkennen und dadurch vermindern zu können, wird vor der
Zulassung von Herbiziden und auch später in regelmäßigen Abständen eine Bewertung der
Effektkonzentrationen an ausgewählten „Stellvertreter-Arten“ und der zu erwartenden
Umweltkonzentrationen vorgenommen. Nach Ermittlung des Risikopotentials können dann
Risikominderungsmaßnahmen für den Einsatz bis hin zum Verbot bestimmter Herbizide von
den zuständigen Behörden ausgesprochen werden (EU 1997).
Der Schutz von aquatischen Ökosystemen vor Schadstoffbelastungen ist einer der ältesten
Bereiche der Ökotoxikologie (Fent 2003). Es ist unumstritten, dass aquatische Makrophyten
darin eine Schlüsselrolle für Struktur und Funktion von aquatischen Ökosystemen spielen
(Knauert et al. 2010; Maltby et al. 2010). Deshalb ist es selbstverständlich, dass dem Schutz
von Makrophyten ein großer Stellenwert eingeräumt werden sollte. In den Niederlanden
wurde 2008 der SETAC Workshop Aquatic Macrophyte Risk Assessment for Pesticide
(AMRAP) abgehalten. Die Gründe hierfür waren Bedenken von zuständigen Behörden, dass
die derzeitige Risikobewertung der Pflanzenschutzmittel - EU Direktive 91/414/EEC (EU
1997) - keinen adäquaten Schutz für alle aquatischen Makrophyten bietet.
In der bestehenden EU Direktive 91/414/EEC basiert die 1. Stufe (tier 1) der
Risikobeurteilung von Herbiziden auf den Auswirkungen von Herbizden auf zwei
Grünalgenarten und eine Makrophytenart (EU 1997). In der Richtlinie SANCO 3268/2001 für
Aquatische Ökotoxikologie ist vermerkt, dass der Makrophytentest mit der Wasserlinse
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Lemna durchgeführt werden soll und andere Makrophytenarten nur in begründeten
Einzelfällen angewendet werden sollten (EU 2002a). Die Wasserlinse Lemna ist eine nicht im
Sediment verwurzelte Schwimmpflanze mit einem kurzen Generationszyklus.
Es gibt aber seitens einiger Behörden Bedenken, dass die Verwendung von Lemna als
einzigen Testorganismus aus der Gruppe der Makrophyten in der Risikobewertung nicht
protektiv genug für andere Makrophytenarten sein könnte. Dafür werden mehrere Gründe
aufgeführt (für weitere Details siehe Maltby et al. 2010):
Zum einen könnte eine Fehleinschätzung durch eine zu geringe Sensitivität von Lemna
gegenüber einem Pflanzenschutzmittel auftreten (falsch negative Resultate). Auch durch eine
spezifische Wirkungsweise eines Herbizids (mode of action), für welche sich Lemna im
speziellen als nicht sensitiv erweist, würde das Risiko nicht adäquat repräsentiert. Ein
Präzedenzfall ist bereits für auxinartige Herbizide bekannt, bei dem Lemna nicht sensitiv
reagierte, jedoch bei Makrophyten anderer Familien schwere Auswirkungen hervorrief.
Zusätzlich ist anzunehmen, dass Lemna als schwimmender und nicht-wurzelnder Makrophyt
den potentiellen Aufnahmeweg von Pflanzenschutzmittelrückständen aus dem Sediment nicht
adäquat widerspiegeln kann. Auch wurde bemerkt, dass Lemna als Schwimmpflanze auf der
Wasseroberfläche, im Vergleich zu vollständig untergetauchten (submersen) Wasserpflanzen,
eine geringere Expositionsfläche aufweist.
Deshalb wurde beim SETAC Workshop Aquatic Macrophyte Risk Assessment for Pesticide
(AMRAP) ein erweitertes Riskobewertungsschema diskutiert, das vorsieht, bei bestimmten
Voraussetzungen eine zusätzliche (wurzelnde) Makrophytenart zu testen (Abb. 1.1).
Aufgrund der großen Erfahrung in der Forschung und Handhabung von Myriophyllum wurde
eben jener Organismus als zusätzliche Tier 1-Pflanze vorgeschlagen.
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Ja
Ja
Ja
Durchführung eines zusätzlichen
Makrophytentest z.B.
Myriophyllum
Durchführung der Standardtests
spezifischer
Wirkmechanismus
für den Lemna nicht sensitiv
Nein
Fehlen des erwarteten
Effekts bei Alge oder
Lemna
EC50>1mg/L
Nein
Ist die Exposition durch das
Sediment von Bedeutung?
Ist das Risiko
akzeptierbar?
z.B. EC50/PEC>10
Higher Tier Assessment
z.B. veränderte
Expositiosnswege
Zusätzliche Testarten
Multispecies Test
Mikrokosmos/Mesokosmosstudie
Abb. 1.1. Vorgeschlagenes, erweitertes Riskobewertungsschema für den Einsatz weiterer aquatischer Makrophytenarten
(Übernommen und Übersetzt von Maltby et al. (2010))
Zusätzlich zum vorgestellten Risikobewertungsschema wurden im AMRAP Workshop
weitere Empfehlungen für das zukünftige Vorgehen gegeben (genauere Details siehe Maltby
et al. (2010)). Neben der Entwicklung und Standardisierung eines Testprotokolls für
Myriophyllum sp. sollten auch geeignete Wachstumsparameter weiterer Makrophyten
bewertet werden. Falls tier 1-Studien für eine Risikobewertung bei aquatischen Makrophyten
nicht ausreichen, werden neben der verfeinerten Betrachtung der Expositionsszenarien auch
Mikrokosmen bzw. Mesokosmenstudien vorgeschlagen.
In Folge dessen wurde im Frühling und Sommer 2010 an der Fließ- und Stillgewässer-
Simulationsanlage (FSA) des Umweltbundesamtes in Berlin-Marienfelde ein
7
Nein
Nein
Ja
Keine weiteren Tests
werden benötigt

Mikrokosmosversuch mit verschiedenen aquatischen Makrophyten durchgeführt. Die
zugrunde liegende Frage war, wie stark die Sensibilität mehrerer Makrophyten-Arten bei
Herbiziden mit verschiedenen Wirkmechanismen variieren.
Die FSA besteht aus großen Modell-Ökosystemen, die verschiedene Gewässer– von Bächen
und Flüssen über Teiche und Seen bis hin zu Flussseen – mit den darin befindlichen
aquatischen Lebensgemeinschaften nachbilden (UBA 2010). Durch solch eine Anlage können
die Lücken zwischen Labor und Freiland geschlossen werden, da sie ein Bindeglied zwischen
den vereinfachten und leicht zu kontrollierenden Laborversuchen und komplexen
Freilandexperimenten darstellt (UBA 2010). In dieser Anlage ist es möglich, Untersuchungen
unter realitätsnahen, aber kontrollierten Bedingungen bei gleichzeitig laborähnlichen,
optimalen Beprobungsmöglichkeiten durchführen (Mohr et al. 2005; UBA 2010).
In dem hier beschriebenen Mikrokosmosversuch an der FSA wurden drei verschiedene
Herbizide (Isoproturon, Fluroxypyr und Clodinafop) mit unterschiedlichen Wirkmechanismen
getestet. Als Testspezies wurden zwei „neue“ Makrophytenarten (Myriophyllum spicatum und
Glyceria maxima) sowie eine Wasserlinsenart (Landoltia punctata), welche Lemna
repräsentieren soll, als Makrophyten eingesetzt. Es wurde L. punctata ausgewählt, weil
Lemna minor, die am häufigsten für ökotoxikologische Tests verwendete Wasserlinsenart,
einen eutrophen Nährstoffanspruch hat, die Mikrokosmenversuche aber ein mesotrophes
Gewässer repräsentieren sollten, um den Nährstoffansprüchen der anderen beiden
Makrophyten zu entsprechen.
Die für den Versuch verwendeten Mikrokosmen wurden biologisch so eingerichtet, dass sich
neben den Makrophyten auch eine Lebensgemeinschaft bestehend aus Zooplankton,
Phytoplankton und Periphyton entwickeln könnte. Es ist zu erwarten, dass ein Herbizid neben
Auswirkungen auf Makrophyten auch auf andere photoautotrophen Organismen wie
Phytoplankton oder Periphyton haben kann. Auch können sich direkte Effekte auf die
Makrophyten wiederum indirekt auf die Phytoplankton- und Periphytonzusammensetzung
auswirken, indem sich z.B. das Nährstoffregime durch Wegfall der Makrophyten ändert. Als
Periphyton wird der submerse Aufwuchs von Mikroalgen in einem Gewässer bezeichnet und
als Phytoplankton bezeichnet man photoautotrophes Plankton vor allem bestehend aus
Kieselalgen, Grünalgen, Goldalgen, Dinoflagellaten und Cyanobakterien (Lampert und
Sommer 1999). Da beide Gruppen eine wichtige Rolle im Ökosystem spielen, sollten bei
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diesem Versuch neben den Effekten der Herbizide auf aquatische Makrophyten auch die
Effekte auf das photosynthetisch Periphyton und das Phytoplankton untersucht werden.
Die Untersuchung des Phytoplanktons und Periphytons in den Mikrokosmenversuchen liefert
für die zugrunde liegende Fragestellungen der gesamten Pflanzenschutzmittel-
Risikobewertung bei aquatischen Makrophyten zwar lediglich Zusatzinformationen, stellt
aber den Kern der hier vorliegenden Abschlussarbeit des Postgradualstudiums (PGS) zum
Fachökotoxikologen dar.
Für den Mikrokosmosversuch wurden von der FSA drei grundlegend verschieden wirkende
Herbizidklassen ausgewählt, um die Unterschiede in der Sensitivität der bereits erwähnten
aquatischen Makrophyten zu untersuchen.
1.1. Wirkstoffe
Als Referenzsubstanz wurde das Herbizid Isoproturon (3-(4-isoprophylphenyl)-1,1-
dimethylurea) ausgewählt, dass die Photosynthese von Pflanzen hemmt. Es wird unter
anderem zur Kontrolle von einjährigen Gräsern und weiteren Unkräutern in Gerste, Weizen
und Roggen eingesetzt. Der phytotoxische Wirkmechanismus von Isoproturon beruht auf der
Hemmung des photoabhängigen Elektronentransports in den Thylakoiden auf dem
Photosystem II Level, durch eine spezifische Bindung von Isoproturon an das Quinon des D1
Proteins (Pérès et al. 1996). Da Isoproturon direkt auf den Photosynthesemechanismus wirkt,
wurde davon ausgegangen, dass, in Abhängigkeit von der Konzentration, alle
photosynthetisch aktiven Organismen in den Mikrokosmen mehr oder weniger stark betroffen
sein würden (Tabelle 1.1). Zusätzlich zu Laborstudien sind bereits viele Informationen über
die Wirkung und das Verhalten von Isoproturon in Mikrokosmenstudien veröffentlicht
(Böttcher and Schroll 2007; Dorigo and Leboulanger 2001; Feurtet-Mazel et al. 1996;
Knauert et al. 2010; Rönnefahrt et al. 1997).
Das zweite ausgewählte Herbizid ist das selektive, systemische Wuchsherbizid Fluroxypyr (4-
amino-3,5-dichloro-6-fluoro-2-pyridyloxyacetic Säure), welches zur Kontrolle breitblättriger
Unkräuter eingesetzt wird. Sein Wirkmechanismus beruht auf der Ähnlichkeit zu Auxinen,
einer Familie der Phytohormone. Als Wachstumsregulator interferiert es mit dem normalen
Wachstum von Dicotyledonen und führt zu einer übermäßigen Zellelongation, wodurch
besonders in meristematischen Geweben eine frühzeitige Alterung auftritt, welche in der
Folge zum Absterben der Pflanze führen kann. In sensitiven Pflanzen akkumuliert Fluroxypyr
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nach der Aufnahme in Wachstumsgeweben in höheren Konzentrationen als natürliches Auxin
(EPA 1998). Nachdem das Fluroxypyr dort an den Auxinrezeptor der Zelle bindet, dereguliert
es das Zellwachstum, was im Folgenden zu einer Störung des Pflanzenwachstums führt.
Zusätzlich interferiert Fluroxypyr mit der Fähigkeit der Pflanze Stickstoff zu metabolisieren
und Enzyme zu produzieren. Wenn die strikte Wachstumsregulation einer Pflanze auf diese
Weise gestört ist, wird das Wachstum unregelmäßig und wichtige Stoffwechselwege werden
unterbrochen. Dies kann zum Tod der Pflanze führen (EPA 1998).
Wie bereits erwähnt ist bekannt, dass Lemna auf auxinartige Herbizide nicht sensibel reagiert
(Maltby et al. 2010). Deshalb wird vermutet, dass das auxinartige Fluroxypyr im
Mikrokosmosversuch auf die Lemna-Art Landoltia punctata sowie die Monokotyledone
Gylercia maxima keinen Effekt haben wird. Da es sich beim Periphyton und Phytoplankton
um einzellige Arten handelt, kann auch hier vermutet werden, dass ein Herbizid, dessen
Wirkmechanismus auf die Störung der Kommunikation zwischen verschiedenen Geweben
beruht, keine direkten Auswirkungen zeigen wird. Es soll getestet werden, ob Myriophyllum
als Testorganismus für auxinartige Herbizide auch in einem Mirkoskosmenversuch geeignet
ist (Tabelle 1.1). und welche Endpunkt für eine Risikobewertung in Frage kommen (Schott et
al. 2010).
Der Wirkmechanismus des dritten Herbizids Clodinafop beruht auf der Hemmung der
Fettsäuresynthese. Es ist bekannt, dass vor allem grasartige Monokotyledonen sensitiv auf
solche Fettsäuresynthesehemmer reagieren. Deshalb sollte im Mikrokosmenversuch der FSA
ermittelt werden, ob G. maxima als weiterer Testorganismus für Fettsäuresynthese-Hemmer-
Herbizide geeignet ist. Auch soll geklärt werden, welcher Endpunkt für eine Risikobewertung
für Fettsäuresynthesehemmer in Frage kommt. Darüber hinaus wurden keine Effekte in den
untersuchten Clodinafopkonzentrationen auf die beiden Makrophyten-Arten sowie dem
Phytoplankton erwartet (Tabelle 1.1).
Tabelle 1.1: Vermutete Sensitivität der aquatischen Makrophyten und des Phytoplanktons/Periphytons im
Mikrokosomos auf die Herbizide
Landoltia
punctat
Myriophyllum
spicatum
10
Glyceria
maxima
Phytoplankton und
Periphyton
Isoprotoruon x x x x
Fluroxypyr x
Clodinafop x

Die hier vorgestellte Arbeit stellt den Kenntnisstand des Mikrokosmosversuchs vom Ende Juli
2010 dar. Weitere Daten und Analysen wurden und werden von den Mitarbeitern an der FSA
erhoben, sind aber aufgrund des begrenzten Zeitraumes der PGS-Abschlussarbeit nicht mehr
integriert. Eine komplette Zusammenführung aller Daten der Mikrokosmosversuche werden
in der Diplomarbeit von Johanna Schott (Freie Universität Berlin) und in Berichten des
Umweltbundesamt präsentiert werden. Aufgrund der Tatsache, dass diese Arbeit nur einen
Ausschnitt des Experimentes darstellt, kann auch keine abschließende Bewertung des
Sachverhalts abgegeben werden.
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2. Material und Methoden
2.1 Die Fließ- und Stillgewässersimulationsanlage
Die sich seit 2003 im Routinebetrieb befindliche Fließ- und Stillgewässer-Simulationsanlage
(FSA) des Umweltbundesamtes kann verschiedene Gewässertypen mit ihren aquatischen
Lebensgemeinschaften nachbilden (UBA 2010). In der FSA gibt es 16 Fließrinnen-
Mesokosmen mit einer Gesamtfließstrecke von bis zu 1,6 km, sowie 16 Teich-Mesokosmen
(Mohr et al. 2005). Die Rinnen sind aus Segmenten aufgebaut, so dass bei Bedarf die Länge
verändert werden kann und die Fließrinnen miteinander verbunden werden können. Durch
diese variable Anordnung kann die Anlage je nach experimenteller Fragestellung umgestaltet
werden.
Im Jahre 2007 wurde bei der Verkürzung der Fließrinnen von 102 auf 70 m Länge,
Rinnensegmente ausgebaut. Aus diesen Rinnensegmenten wurden in den folgenden Jahren
18 Miniteiche für Mikrokosmenstudien konstruiert. In diesen Mikrokosmen wurde die in
dieser Arbeit beschriebene Studie durchgeführt.Die Mikrokosmen sowie ein Teil der Teich
und Fließgewässer-Mesokosmen befinden sich in einer überdachten Halle, in der die
Bedingungen besser kontrolliert werden können. Der andere Teil befindet sich im Freien,
wodurch natürliche Einflüsse unter realistischen Bedingungen getestet werden können.
Zusätzlich gibt dieser Aufbau die Möglichkeit die Systeme zu vergleichen.
Abb. 2.1 Fließgewässer Mesokosmen in der Hallenanlage der FSA
des Umweltbundesamtes, Standort Berlin-Marienfelde
12

2.2 Versuchsdesign
Im Rahmen eines Mikrokosmosversuchs sollten die Effekte von drei Herbiziden mit
unterschiedlichen Wirkmodi auf drei aquatische Makrophytenarten (Landoltia punctata,
Myriophyllum spicatum und Glyceria maxima) sowie auf Aufwuchs (Periphyton) und
Phytoplankton untersucht werden. Als Testparameter für die Untersuchung des Periphytons
und des Phytoplanktons wurden die Biomasse (Trockengewicht) und der Gesamtchlorophyll-
Gehalt verwendet.
Es wurden jeweils fünf Konzentrationen der Substanzen Isoproturon, Fluroxypyr und
Clodinafop-propargyl im Einzelansatz getestet (ECx Design, Tabelle 2.1).
Tabelle. 2.1: Getestete Substanzkonzentrationen (µg/L) von Isoproturon, Fluroxypyr und Clodinafop (Nominal
appliziert)
Konzentrationsstufe Isoproturon Fluroxypyr Clodinafop-propargyl
1 3,72 31,5 4,84
2 9,3 156 19,6
3 23 781 78
4 58 391 310
5 145 1954 1238
Drei Mikrokosmen dienten als Kontrolle. Die Konzentrationenbereiche der drei Herbizide
wurden aufgrund von vorhandenen EC50-Werten aus der Literatur festgelegt. Ein Ziel war
hierbei mit dem gewählten Konzentrationsbereich die unterschiedlichen Empfindlichkeiten
der drei Makrophytenarten sowie des Periphytons und des Phytoplanktons abzudecken, um
Effektkonzentrationen bei allen Zielorganismen berechnen zu können. Die Substanzen und
Konzentrationen wurden randomisiert einem der 18 Miniteiche zugeordnet, um Effekte des
Standortes auszuschließen (Abb. 2.2). Nach Applikation der Herbizide wurden die Effekte
während der folgenden acht Wochen untersucht.
2.3 Aufbau und Etablierung der Teich-Mikrokosmen
Ein Teich-Mikrokosmos bestand aus einem drei Meter langen und einem Meter breiten
Rinnensegment (Tab. 2.2 und Mohr et al., 2005). Drei Rinnensegmente, jeweils durch ein
Schott getrennt, wurden aus Platz- und Beleuchtungsgründen hintereinander geschaltet.
Insgesamt wurden sechs dieser 3er-Mikrokosmen-Module eingerichtet. Die Beleuchtung der
Mikrokosmen bestand aus höhenverstellbaren Lichtbändern mit Neonröhren (OSRAM,
LF72). Der Abstand zwischen den Lichtbändern und den Mikrokosmen betrug ca. einen
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Meter. Die Beleuchtungsstärke entsprach somit ca. 3000 lx (Mohr et al. 2005). Die
Beleuchtungsdauer wurde monatlich an die Außenbedingungen angepasst und lag zwischen
10 und 16 Stunden.
HMT 16 HMT 17 HMT 18
Kontrolle 3 Clo 3 Flu 4
- 78 µg/L 3.900 µg/L
HMT 13 HMT 14 HMT 15
Iso 2 Flu 5 Clo 2
9,3 µg/L 19.500 µg/L 19,6 µg/L
HMT 10 HMT 11 HMT 12
Flu 1 Iso 1 Clo 4
31 µg/L 3,7 µg/L 310 µg/L
HMT 7 HMT 8 HMT 9
Clo 1 Flu 3 Iso 4
4,8 µg/L 780 µg/L 58 µg/L
HMT 4 HMT 5 HMT 6
Flu 2 Iso 5 Kontrolle 2
156 µg/L 145 µg/L -
HMT 1 HMT 2 HMT 3
Clo 5 Kontrolle 1 Iso 3
1.240 µg/L - 23 µg/L
Abb. 2.2: Anordnung der Mikrokosmen (HMT) mit zugehörigen Konzentrationen der 3 Herbizide
Isoproturon (Iso), Fluroxypur (Flu) und Clodinafop (Clo)
Die 18 Mikrokosmen wurden ca. sechs Wochen vor Schadstoffdotierung mit Quarzsediment
befüllt. Das Sediment wurde danach zunächst mit Umkehrosmose-Wasser befeuchtet (ca. ein
cm Überstand). 14 Tage vor Dotierung wurden die Mikrokosmen dann mit Wasser befüllt.
Dabei wurde Wasser aus den großen Fließrinnen Mesokosmen der FSA verwendet, in denen
sich bereits seit einem Jahr eine Planktonbiozönose eingestellt hatte. Im Frühjahr 2009
wurden sie mit Plankton und Aufwuchsorganismen aus dem Barolder Fliess (Brandenburg)
angeimpft. Zusätzlich wurde das Wasser der Rinnen-Mesokosmen ungefähr einen Monat vor
dem Befüllen der Miniteiche mit Plankton aus dem Britzer See (mesotropher, relativ
unbelasteter See in Berlin) angeimpft, um den Anteil von See-Plankton in den Rinnen zu
erhöhen. Die Strömungsgeschwindigkeit wurde dazu stark gedrosselt (0,02-0,05 m/s). Die
Rinnen-Mesokosmen wurden mit einer Wassermischung aus Grund- und
Umkehrosmosewasser (Leitfähigkeit von ca. 600 µS/cm) befüllt.
14

Abb. 2.3: Übersicht der Mikrokosmen
Bis zur Pestizidapplikation wurden die Wasserkörper der jeweils drei hintereinander
liegenden Miniteiche regelmäßig durchmischt. Die Verbindungen zwischen den Miniteichen
wurden erst am Tag der Pestizidapplikation geschlossen. Die Wasserdurchmischung
innerhalb eines Mikrokosmos wurde während des gesamten Versuches mit einem Aquaball
(Aquariumpumpe) sichergestellt.
Tab. 2.2: Technische Daten der Teich-Mikrokosmen
Maße 300 x 100 x 115 cm
Material • Glasfaserkunststoff GRP
Sedimentvolumen 0,12 m 3
Sedimentfüllhöhe 10 cm
• Edelstahl
• Dichtungen (Kunstharz basiert auf Isophthalsäure und
Neopenthylglycol)
Füllhöhe Wasser 50 cm (über Sediment)
Volumen Wasser 1,37 m 3
Um vergleichbare Periphytonproben aus den Mikrokosmen zu erhalten, wurden definierte
Aufwuchsträger aus dem gleichen Glasfaserkunststoff, aus dem auch die Mikrokosmen
bestanden, verwendet (Abb. 2.4). Jeweils sechs Aufwuchsträgerplatten wurden an einem
Träger befestigt und drei Wochen vor Dotierung parallel zur Rinnenwandung mittig in den
15

Mikrokosmos aufgehängt (Abb. 2.4; 2.5 und 2.6). Drei Wochen zuvor wurden die
Aufwuchsträger in zwei der acht großen Rinnen-Mesokosmen randomisiert eingesetzt. Somit
konnte sich gleichmäßig ein Aufwuchsfilm auf allen Platten bilden. Dabei wurden die
Aufwuchsträger direkt unter einem Lichtband eingesetzt (Details siehe 2.4).
10 cm
Abb. 2.4. Aufwuchsträgerplatte (Links) mit markiertem Probebereich, rechts ist die Konstruktion der Aufwuchsträger
innerhalb eines Mikrokosmos dargestellt.
Abb. 2.5: Miniteich
20 cm
Zwei bzw. eine Woche vor Dotierung wurden 25 Sprosse des Wasserschwadens Glyceria
maxima und 36 Sprosse des Ährigen Tausendblatts Myriophyllum spicatum jeweils in
Einzeltöpfe eingepflanzt und in die Mikrokosmen eingesetzt.
1 2 3 4 5 6
16

a: b:
c: d:
Abb. 2.6. Verwendete Makrophytenarten a: Myriophyllum spicatum, b: Glyceria maxima, c: Landoltia punktata, d:
Periphyton Aufwuchsträger
Entsprechend den Substanzeigenschaften wurde zur Minimierung von Oberflächensorption
handelsübliche Plastiktöpfe und Paletten (Isoproturon und Fluroxypyr) oder Glasbechergläser
und Edelstahlpaletten (Clodinafop) für die Pflanzen verwendet. Eine Woche vor Dotierung
wurden zehn Landoltia punctata-Pflanzen in jeweils sechs Konstruktionen, bestehend aus
einem Schwimmring und einem Sieb (Schutz vor Schneckenfraß und Wegdriften), in die
Teich-Mikrokosmen eingesetzt. In Abb. 2.7 ist eine Skizze der Makrophyten-Anordnung
sowie der Aufwuchsträgerhalter in den Mikrokosmen dargestellt.
2.4 Dotierung der Herbizide
Bei der Dotierung von Isoproturon bzw. Fluroxypyr wurde für die jeweiligen
Konzentrationen eine Lösung aus 50 ml Aceton und Aqua dest. angesetzt und in 5 L
Glasflaschen eingebracht. Der Inhalt wurde vorsichtig auf die jeweiligen Mikrokosmen
verteilt und mit einem Edelstahlpaddel gleichmäßig vermischt (Abb. 2.8). Begonnen wurde
jeweils mit der Kontrolle (reine Acetonapplikation), fortgesetzt wurde die Applikation dann
mit steigender Substanzkonzentration. Während der Dotierung wurden die Aufwuchsträger
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kurzfristig aus dem Mikrokosmos entfernt, um eine vollständige Durchmischung zu
gewährleisten und die Schwimmringe wurden kurzfristig zur Seite geschoben..
Um Fluroxypyr zu stabilisieren (Zerfall zu Fluroxypyrsäure) wurden die Konzentrationen mit
einer geringen Menge an 1 N NaOH stabilisiert.
Abb. 2.7. Schematische Versuchsanordung in einem Mikrokosmos
Abb.2.8: Dotierung Isoproturon
18
Aufwuchsträger
Myriophyllum s.
Landoltia p.
Glyceria m.
Strömungspumpe (Aquaball)

Das schwer wasserlösliche Clodinafop wurde mit 50 ml Aceton angesetzt und 2 ml Aceton
wurde zum Nachspülen der für die Applikation eingesetzte Spraygun benötigt (Abb.2.9).
Dabei wurde die gesamte Oberfläche des Mikrokosmos mit dem Sprühnebel bedeckt. Mit
Hilfe der Spraygun kann eine geringe Menge der Stammlösung (Glaskolben) mit einer
größeren Menge an Wasser (100 L Wassertank gefüllt mit Mikrokosmenwasser) verdünnt
und auf die Wasseroberfläche gesprüht werden.
a
c
Abb. 2.9: Clodinafop Dotierung mit Spraygun
2.5 Makrophyten: Probennahme und Aufbereitung
b
Es wurden vor Dotierung Makrophyten Proben genommen, um einen „Ausgangszustand“ zu
definieren. Nach Dotierung wurden in ein, bzw. im späteren Teil des Experimentes, in zwei
Wochenabständen die Effekte der Herbizide auf die aquatischen Makrophyten untersucht
(siehe Probennahmeschema der Makrophyten, Abb.2.10). Dafür wurden jeweils vier G.
maxima- und fünf M. spicatum-Pflanzen aus jedem Mikrokosmos entnommen. Untersucht
wurde Sprosslänge, Anzahl der Seitentriebe, Anzahl der Ableger, Frisch- und
Trockengewicht. Zusätzlich wurden unter standardisierten Bedingungen Fotos von M.
spicatum aufgenommen, um Informationen über die Wuchsform zu erhalten. Darüber hinaus
19

wurden wöchentlich und unter standardisierten Bedingungen Bilder von L. punctata in den
einzelnen Schwimmringen aufgenommen. Endpunkte waren hierbei die Frontanzahl und -
fläche, sowie die Färbung. Genauere Details der Makrophyten-Probennahme sind in der
Diplomarbeit von Johanna Schott an der Freien Universität Berlin aufgeführt.
-14
Dotierung
-7 0 7 14 21 28 35 42 49 56 63
Glyceria m. Probenahme Myriophyllum s. Probenahme Sprirodela p. Bildaufnahme
Abb. 2.10. Probenahmeschema aquatische Makrophyten
2.6 Periphyton und Phytoplankton: Probennahme und Aufbereitung
Wie bei den Makrophyten wurden vor Dotierung Periphyton und Phytoplankton Proben
genommen, um einen „Ausgangszustand“ in den Mikrokosmen zu definieren.
Nach Applikation wurden die Effekte der Herbizide auf das Phytoplankton und das
Periphyton in Abständen von ein oder zwei Wochen in den Mikrokosmen untersucht (siehe
Probennahmeschema für das Periphyton und Phytoplankton, Abb. 2.11). Als Testparameter
wurden das Trockengewicht und der Gesamtchlorophyllgehalt bestimmt. Zusätzlich wurden
Proben zur späteren Artbestimmung in Lugolscher-Lösung fixiert. Die Bestimmung bis auf
das Artniveau wäre sehr zeitaufwändig, deshalb konnte dies während der dreimonatigen
Arbeit nicht durchgeführt werden. Da die Probenahme und Bearbeitung von Periphyton und
dem Phytoplankton den zentralen Teil der vorliegenden Abschlussarbeit darstellt, wird auf
die Arbeitsschritte im Weiteren genauer eingegangen.
20

-14
Periphytonprobenahme
Aufwuchsträger
Dotierung
-7 0 7 14 21 28 35 42 49 56 63
Periphytonprobenahme
Wandprobe
Phytoplankton
probenahme
Abb. 2.11. Probennahmeschema Periphyton und Phytoplankton
Bei der Periphytonprobennahme wurde pro Probennahmedatum jeweils einer der
Aufwuchsträger randomisiert entnommen, um Randeffekte auszuschließen. Es wurde
allerdings dieselbe Auwuchsträgerposition in allen Mikrokosmen genommen.
Bei den Probennahmen wurden die Aufwuchsträger vorsichtig vom Träger abgeschraubt und
in einem großen Becherglas (5L) transportiert. Beim Herausnehmen wurde der
Aufwuchsträger seitlich gedreht, um zu verhindern, dass außerhalb der Probefläche
befindliche Fadenalgen die zu beprobende Fläche berühren. Das Periphyton wurde beidseitig
mit einem Plastikschaber auf einer markierten Fläche von insgesamt 400 cm 2 vollständig
vom Aufwuchsträger abgeschabt (Abb. 2.4). Das abgelöste Periphyton wurde vom
Aufwuchsträger abgewaschen und dieser mehrmals mit Leitungswasser abgespült. Danach
wurde das Wasser-Periphytongemisch auf 500 ml mit Leitungswasser aufgefüllt und in eine
braune 500 ml Glasflasche überführt, damit sich das Chlorophyll nicht zersetzen konnte.
a
b
Abb. 2.12: Probennahme des Periphytons von den Aufwuchsträgern. a: Abschaben des Aufwuchsträger, b:
Filter mit Periphyton für die Bestimmung des Trockengewichts
21

Vor der weiteren Verarbeitung wurde diese Lösung für mindestens 2 Minuten intensiv
geschüttelt. Direkt danach wurden 100 ml des Gemisches über einen frisch mit destilliertem
Wasser vorgespülten Chlorophyllfilter (GF6, Glasfaser Rundfilter, ø 50 mm, Schleicher&
Schnell) gefiltert. Der Filter wurde etikettiert und bei -21°C eingefroren.
Für die Bestimmung der Biomasse wurde ein Glasfasermikrofilter (GF/C, ø 25 mm,
Whatmann, England) zuerst mit destilliertem Wasser vorgespült und über Nacht bei 105°C
im Trockenschrank bis zur Gewichtskonstanz getrocknet. Dann wurden die Filter mindestens
eine halbe Stunde im Exsikkator abgekühlt und im Anschluss das Leergewicht gewogen
(Sartorius Waage BP 160 P). Für die Biomassebestimmung wurden 200 ml bzw. bei höheren
Dichten auch 100 ml des frisch geschüttelten Wasser-Periphytongemisches über den
vorbehandelten Filter gefiltert. Der Filter wurde über Nacht bei 105°C im Trockenschrank
bis zur Gewichtskonstanz getrocknet, erneut im Exsikkator abgekühlt und im Anschluss
gewogen. Das erhaltene Gewicht wurde unter Berücksichtigung der gefilterten Menge auf die
abgeschabte Fläche berechnet.
Von jedem Aufwuchsträger wurden darüber hinaus 100 ml des frisch geschüttelten Wasser -
Periphytongemisches mit 1 ml Lugolscher Lösung für eine qualitative und quantitative
Arten-Auswertung in Steilhalsfläschchen fixiert.
Während des Versuchs wurde ein Unterschied des Periphytonbewuchses auf den
Aufwuchsträgerplatten und dem Rand des Mikrokosmos erkennbar. Um einen direkten
Vergleich des Periphytonbewuchses zwischen den Aufwuchsplatten und der
Mikrokosmenwand zu erhalten, wurde am 7.7.2010 zum Zeitpunkt der letzten
Periphytonprobennahme eine zusätzliche Periphytonprobe von der Wand gezogen. Hierfür
wurde ein Schaber mit den Maßen (30 cm) direkt an der Sedimentlinie angesetzt und an der
Wand nach oben bis zur Wasseroberfläche gezogen (55,5 cm). Dadurch wurde eine Fläche
von 1665 cm 2 beprobt. Das Periphyton wurde im Schaber anhängigen Netz eingeengt und in
500 ml Leitungswasser überführt und intensiv für 3 Minuten geschüttelt. Dann wurde genau
wie bei der restlichen Probenahme das Trockengewicht und der Chlorophyllgehalt bestimmt.
Da die Probe jedoch um einiges dicker bewachsen war, wurde bei der Filtration nur 50 ml
des Wasser-Periphytongesmisches für die Chlorophyll und Trockengewichtbestimmung
gefiltert.
22

Bei der Chlorophyllbestimmung wurde je nach Farbintensität die Probe um den Faktor 1:8
weiter verdünnt, um bei der photometrischen Auswertung im linearen Messbereich zu
bleiben.
Bei der Phytoplanktonprobe wurden 2 Liter mit dunklen Glasflaschen aus der Mitte der
Mikrokosmen entnommen. Als Endpunkt dienten hierbei erneut das Trockengewicht und der
Chlorophyllgehalt. Die Bestimmung des Chlorophyllgehalts und des Trockengewichts wurde
wie beim Periphyton durchgeführt, allerdings wurde jeweils 1 Liter der Probe gefiltert.
Abb. 2.12: Filtrationsanlage für die Planktonproben
2.7 Bestimmung des Gesamtchlorophylls
Für die Chlorophyllmessung wurden die gefrorenen Chlorophyllfilter in kleine Stücke
zerschnitten und in ca. 8 ml 78°C heißes Ethanol überführt, geschüttelt und unter
Lichtausschluss inkubiert. Nach ca. 18 h wurde die Ethanolprobelösung über einen
Glasfaserfilter (GF6, Glasfaser Rundfilter, ø 50 mm, Schleicher& Schnell) mit einer
Membranpumpe (MZ2/2.4, Vacumbrand GmbH, Wertheim, Deutschland) gefiltert und
anschließend auf 25 ml mit Ethanol aufgefüllt. Zusätzlich wurden zwei unbehandelte Filter
der gleichen Prozedur unterzogen, um als Blindwert zu fungieren.
Das Etanol-Pigmentgemisch wurde mit einer 1 ml Quarzglasküvette im Photometer (Perkin
Elmer Lambda 25 UV/Vis Spectrometer Shelton, USA) bei den Wellenlänge 750 nm
(Blindwert), 665 nm (Chlorophyllmessung), 445 und 460 nm gemessen. Bei besonders
geringen Messwerten (unter 0,05) wurde die Messung mit einer 5 ml Quarzglasküvette
wiederholt. Zuvor wurde eine Anpassung mit reinem Ethanol durchgeführt.
Um den Phäophytingehalt anschließend zu bestimmen, wurden die Chlorophyllproben mit
70µl 2 N HCl angesäuert und für 10 min inkubiert. Anschließend wurde auch hier das
23

Gemisch bei den Wellenlänge 750 nm (Blindwert), 665 nm (Chlorophyllmessung), 445 und
460 nm gemessen.
Die Werte wurden in ein Auswertedatenblatt übertragen und unter Berücksichtigung der
abgeschabten Oberfläche, des gelösten Volumens und der filtrierten Menge auf mg
Gesamtchlorophyll/m 2 für Periphyton und mg/m3 für Phytoplankton berechnet.
2.8. Herbizid Analytik
Um den Abbau der Herbizide in den Mikrokosmen zeitnah darzustellen, wurde zu Beginn
des Experimentes häufiger, im späteren Verlauf mit größerem Abstand Wasserproben
entnommen. Auch direkt nach Applikation wurden Wasserproben aus den Miniteichen
entnommen, um einen Vergleich der Realkonzentration mit der Nominalkonzentration
durchzuführen. Von der Analytikgruppe der FSA wurde die Herbizidkonzentrationen anhand
GC und MS (Gaschromatogramm gekoppelt mit einem Massenspektrometer) bzw. mit HPLC
(High performance liquid chromatographie) detektiert. Zur Qualitätskontrolle wurden mit
frisch versetzten Proben Wiederfindungsmessungen durchgeführt. Die Wiederfindungsrate
wurde in % des Nominalwertes angegeben. Ablauf und Ergebnisse hierzu sind in der
Diplomarbeit von Schott aufgeführt.
2.9 Abiotik
Jede Woche wurden neben der Temperatur auch Leitfähigkeit, pH, Sauerstoffsättigung und
Sauerstoffgehalt bestimmt. Zusätzlich wurde während der 10-wöchigen Versuchsdauer der
Gesamtzustand der Mikrokosmen drei Mal optisch auf einer semiquantitativen Basis
bewertet.
Die Mikrokosmen wurden im wöchentlichen Turnus mit Spurenelementen, Kalium (KCl),
Nitrat (KNO3), Silikat (Natronwasserglas) und Phosphat (Kaliumdihydrogenphosphat)
gedüngt. Für die verschiedenen Nährstoffe wurden auf Grundlage der Erfahrungen der FSA-
Mitarbeiter Zielwerte festgelegt und dann abhängig von den Ergebnissen der Analytik der
fehlende Anteil nachgedüngt.
Parallel zur Phytoplanktonprobennahme wurde pro Mikrokosmos jeweils 2 Liter mit dunklen
Glasflaschen geschöpft. Mit einem Teil dieser Proben wurde die Trübung, der TOC-Gehalt
und die Leitfähigkeit in den Mikrokosmen bestimmt. Zusätzlich wurde 1 Liter des Wassers
über einen Filter (MNGF-5, ø 245 mm) gefiltert und das gefilterte Wasser für die
Begleitanalytik (Nährstoffe, Anionen (Cl-, F-, NO3, NO2, Po4 3- , So4 2- ), Kationen (Na, Ca,
24

Mg, NH3)) abgefüllt. Die Methode und deren Ergebnisse werden in der Diplomarbeit von
Schott im Detail sowie im FSA Bericht vorgestellt werden.
2.10 Statistische Auswertung
Bei der Berechnung der Effektkonzentrationen (EC50, EC10) für alle Testparameter wurde der
Mittelwert der Kontrollen als 100% gesetzt. Im Vergleich dazu wurden die Werte der
belasteten Mikrokosmen mit steigender Konzentration logarithmisch aufgetragen. Der EC50
Wert wurde mit GraphPad Prism (Version 4.00 für Windows, GraphPad Software, San Diego
Kalifornien, USA) mit einer Erweiterung (Arbeitsgruppe von Oehlmann, Universität
Frankfurt) berechnet.
25

3. Ergebnisse
3.1. Isoproturon
3.1.1. Isoproturon Abbau
Bis zum 28. Tag nach Applikation hat sich Isoproturon in allen applizierten Konzentrationen
nur unwesentlich abgebaut (Abb. 3.1). Erst nach Tag 28 verschwindet Isoproturon bis zur
nächsten Wirkstoffanalytik am Tag 56 fast vollständig aus der Wassersäule. Dabei ist
auffallend, dass Isoproturon in den hohen Konzentrationen vollständig abgebaut wird,
wohingegen in den beiden niedrigeren Konzentrationen (3,7 und 9,3 µg/L) kein weiterer
Abbau stattfindet. Da über große Teile des Experimentes die Realkonzentrationen den
Nominalkonzentrationen entsprechen, wird bei den folgenden Bezeichnungen die
Nominalkonzentration verwendet.
Isoproturon [µg/L]
160
140
120
100
80
60
40
20
0
0 7 14 21 28 35 42 49 56
Tage nach Dotierung
26
145 µg/L
58 µg/L
23 µg/L
9,3 µg/L
3,7 µg/L
Abb. 3.1. Isoproturon Konzentration [µg/L] in den Mikrokosmen während des Versuchszeitraumes
(durchgezogene Linie: Realkonzentration, gestrichelte Linie: applizierte Nominalkonzentration).
3.1.2. Abiotische Parameter
Die Temperatur in den Mikrokosmen unterscheidet sich nicht zwischen den Kontrollen und
den verschiedenen Herbizid-Behandlungen (Abb. 3.2 c). Die Temperatur in den

Mikrokosmen nahm mit fortlaufendem Verlauf des Experimentes zu, bis es einen
Maximalwert von 26°C am Tag 56 erreichte. Die durchschnittliche Temperatur lag während
des Versuchs liegt bei 20°C.
a
b
Sauerstoffsättigung [%]
Leitfähigkeit [µS/cm]
130
120
110
100
90
80
70
-14 -7 0 7 14 21 28 35 42 49 56 63 70
550
540
530
520
510
500
490
480
470
460
Versuchszeitraum [d]
450
-14 -7 0 7 14 21 28 35 42 49 56 63 70
Versuchszeitraum [d]
27
3,7 µg/L
9,3 µg/L
23 µg/L
58 µg/L
145 µg/L
MW Kontrollen
3,7 µg/L
9,3 µg/L
23 µg/L
58 µg/L
145 µg/L
MW Kontrollen

c
d
Temperatur [°C]
pH
28
26
24
22
20
18
16
14
12
-14 -7 0 7 14 21 28 35 42 49 56 63 70
9
8,8
8,6
8,4
8,2
8
7,8
Versuchszeitraum [d]
7,6
-14 -7 0 7 14 21 28 35 42 49 56 63 70
Versuchszeitraum [d]
28
3,7 µg/L
9,3 µg/L
23 µg/L
58 µg/L
145 µg/L
MW Kontrollen
3,7 µg/L
9,3 µg/L
23 µg/L
58 µg/L
145 µg/L
MW Kontrollen
Abb. 3.2: Abiotische Parameter in den mit Isoproturon behandelten Mikrokosmen. a: Sauerstoffgehalt, b:
Leitfähigkeit, c: Temperaturverlauf d: pH Wert
Bis zur Isoproturondotierung sind die abiotischen Parameter in den Mikrokosmen
vergleichbar. Nach Dotierung weicht der Verlauf des pH Werts, der Leitfähigkeit und des
Sauerstoffgehalts in den höchsten beiden Isoproturonkonzentrationen (58 und 145 µg/L)
stark von den mit niedrigeren Isoproturonkonzentrationen behandelten Mikrokosmen ab
(Abb. 3.2). Der Sauerstoffgehalt und der pH wert sind deutlich niedriger, wohingegen die
Leitfähigkeit erhöht ist.

3.1.3. Phytoplankton
Aus den gezogenen Wasserproben der Mikrokosmen wurden das Trockengewicht und der
Gesamtchlorophyllgehalt bestimmt (Abb. 3.3).
Schon 14 Tage vor Dotierung, direkt nach der Initiation der Mikrokosmen, unterscheidet sich
das Trockengewicht des Sestons in den verschiedenen Mikrokosmen deutlich voneinander.
Der Gesamtchlorophyllgehalt ist zu diesem Zeitpunkt vergleichbar. Da das Seston sowohl
Phyto- als auch Zooplankton enthält, kann spekuliert werden ob diese Unterschiede
möglicherweise auf unterschiedliche Zusammensetzung des Zooplanktons zurückgeführt
werden können.
Nach Dotierung kann eine kontinuierliche Abnahme in den drei höchsten
Isoproturonkonzentrationen (23, 58 und 145 µg/L) beim Seston, und in den beiden höchsten
Isoproturonkonzentrationen beim Gesamtchlorophyllgehalt detektiert werden. Hingegen ist
eine Förderung des Chlorophyllgehalts der beiden geringsten Isoproturonkonzentrationen
(3,72 und 9,3 µg/L) nachzuweisen. Durch die nicht (immer) monotone Konzentrations-
Wirkungsbeziehung während aller Probennahmetermine, sowie der große Varianz der drei
Kontrollen können keine Effektkonzentrationen berechnet werden.
29

a
b
Trockengewicht [mg/m 3 ]
Gesamt - Chlorophyll [mg/m 3 ]
3500
3000
2500
2000
1500
1000
25
20
15
10
500
5
0
-14 -7 0 7 14 21 28 35 42 49 56
Tage [d]
0
-14 -7 0 7 14 21 28 35 42 49 56
Tage [d]
30
3,72 µg/L
9,3 µg/L
23 µg/L
58 µg/L
145 µg/L
MW Kontrolle
3,72 µg/L
9,3 µg/L
23 µg/L
58 µg/L
145 µg/L
MW Kontrolle
Abb. 3.3. Trockengewicht (a) und Gesamtchlorophyllgehalt (b) des Phytoplankton in den Kontrollen und den
mit verschiedenen Isoproturonkonzentrationen behandelten Mikrokosmen.

3.1.4. Periphyton
a
b
Trockengewicht [mg/m 2 ]
Gesamt - Chlorophyll [mg/m 2 ]
1800
1600
1400
1200
1000
800
600
400
200
25
20
15
10
5
0
-7 0 7 14 21 28 35 42 49
Tage [d]
0
-7 0 7 14 21 28 35 42 49
Tage [d]
31
3,72 µg/L
9,3 µg/L
23 µg/L
58 µg/L
145 µg/L
MW Kontrolle
3,72 µg/L
9,3 µg/L
23 µg/L
58 µg/L
145 µg/L
MW Kontrolle
Abb. 3.4. Trockengewicht (a) und Gesamtchlorophyllgehalt (b) des Periphyton auf den Aufwuchsträgern in den
Kontrollen und den mit verschiedenen Isoproturonkonzentrationen behandelten Mikrokosmen.

Im Gegensatz zum Plankton korreliert beim Periphyton das Trockengewicht weitestgehend
mit dem Gesamtchlorophyllgehalt. Die Aufwuchsträger in den verschiedenen Mikrokosmen
unterscheiden sich in beiden Parametern schon vor Dotierung voneinander. Beim Periphyton
trat ein deutlicher Effekt nur in der höchsten Isoproturonkonzentration (145 µg/L) auf (Abb.
3.4). In den Kontrollen und der niedrigsten Konzentration tritt 14 Tage nach Dotierung eine
starke Reduktion des Trockengewichts und des Chlorophyllgehaltes auf, bei der
zweitniedrigsten Isoproturonkonzentration nach 21 Tagen. Diese plötzliche Reduktion kann
auf das großflächige Ablösen, im Folgenden als „Peeling“ bezeichnet, bei starkem
vorherigem Bewuchs zurückgeführt werden. Interessanterweise scheint die mittlere
Isoproturonkonzentration (23 µg/L) einen deutlicheren Effekt aufzuweisen, als die
zweithöchste Konzentration (58 µg/L). Da erneut keine monotone Konzentrations-
Wirkungsbeziehung durch alle Probenahmetermine hindurch auftrat, kann keine
Effektkonzentration für das Periphyton berechnet werden.
Zusätzlich zu der Beprobung der Aufwuchsträger wurden am Ende des Versuchszeitraumes
(nach 49 Tagen) am 6.7.2010 und auch am 7.7.2010 Wandperiphytonproben gezogen (Abb.
3.5).
Beim Trockengewicht des Wandperiphytons kann eine starke Reduktion ab 9,3 µg/L
Isoproturonexposition festgestellt werden. Beim Gesamtchlorophyll ist durch die große
Varianz in den Kontrollen erst ab 58 µg/L ein Unterschied zur Kontrolle zu detektieren.
Deshalb, und auch aufgrund der nicht monotonen Konzentrations- Wirkungsbeziehung, kann
kein verlässlicher EC50 Wert berechnet werden.
Der deutlichste Unterschied zwischen den Aufwuchsträgerproben und den Wandproben ist
die Größenordnung des Trockengewichts und des Chlorophyllgehalts. Das lässt auf eine
deutlich dichteren Bewuchs an der Mikrokosmenwand im Vergleich zu den Aufwuchsträgern
schließen. Dies steht entgegengesetzt zu den Erwartungen, denn das Periphyton auf den
Aufwuchsträgern hatte viel länger Gelegenheit das Substrat zu kolonisieren als das
Periphyton auf der Mikrokosmenwand (ca. 6 Wochen).
32

a
b
Trockengewicht [mg/m 2 ]
Gesamt - Chlorophyll [mg/m 2 ]
14000
12000
10000
70
60
50
40
30
20
10
8000
6000
4000
2000
0
0
MW
Kontrollen
MW
Kontrollen
3,72 µg/L 9,3 µg/L 23 µg/L 58 µg/L 145 µg/L
Isoproturon [µg/L]
3,72 µg/L 9,3 µg/L 23 µg/L 58 µg/L 145 µg/L
Isoproturon [µg/L]
33
Aufwuchsträger
Wandprobe
Aufwuchsträger
Wandprobe
Abb. 3.5. Trockengewicht (a) und Gesamtchlorophyllgehalt (b) des Periphyton im Vergleich zwischen

Aufwuchsträgern und Mikrokosmoswand in den Kontrollen und den mit verschiedenen
Isoproturonkonzentrationen behandelten Mikrokosmen.
Trotzdem ist auffällig, dass die Varianz in den Kontrollen bei der Wandprobe deutlich höher
ist als bei den Aufwuchsträgern.
3.2. Fluroxypyr
3.2.1. Fluroxypyr-Abbau
Der Fluroxypyrgehalt in den Mikrokosmen lag 24h nach Dotierung bei allen
Konzentrationen leicht oberhalb des Nominalwertes. Bis zum Versuchsende hat sich
Fluroxypyr in allen Konzentrationen nur unwesentlich abgebaut. Dementsprechend wird im
Folgenden von der Nominalkonzentration ausgegangen.
Fluroxypyr [µg/L]
100000
10000
1000
100
10
1
1 8 15 22 29 36 43 50
Tage nach Dotierung
34
19500 µg/L
3900 µg/L
780 µg/L
156 µg/L
31 µg/L
Abb. 3.6. Fluroxypyr Konzentration [µg/L] in den Mikrokosmen während des Versuchszeitraumes
(durchgezogene Linie: Realkonzentration, gestrichelte Linie: applizierte Nominalkonzentration).
3.2.2. Abiotik
Bis zur Dotierung sind die abiotischen Parameter in den verschiedenen Mikrokosmen
vergleichbar. Sieben Tage nach der Dotierung beginnen sich die Leitfähigkeit und der pH-
Wert der Mikrokosmen auseinander zu entwickeln. Bei den beiden höchsten

Fluroxypyrkonzentrationen (3900 µg/L und 19500 µg/L) entwickelt sich die Leitfähigkeit
zwar auf einem höheren Niveau, folgt aber trotzdem dem Verlaufsmuster der anderen
Treatments. Nur die Leitfähigkeit der zweitkleinsten Fluroxypyrkonzentration (156 µg/L)
weicht ab Tag 28 stark vom Muster ab und steigt bis zum Versuchsende stark an. Beim pH-
Wert gibt es 14 Tage nach Dotierung allgemein einen Abfall des pH-Wertes, trotzdem
unterscheiden sich die pH-Werte zwischen den Mikrokosmen. Im Vergleich hierzu ist die
Sauerstoffsättigung relativ konstant und ähnelt sich in den verschiedenen Versuchsansätzen.
großteils
a
b
Leitfähigkeit [µS/cm]
pH
550
540
530
520
510
500
490
480
470
460
450
-14 -7 0 7 14 21 28 35 42 49 56 63 70
9
8,8
8,6
8,4
8,2
8
7,8
Versuchszeitraum [d]
7,6
-14 -7 0 7 14 21 28 35 42 49 56 63 70
Versuchszeitraum [d]
35
31 µg/L
156 µg/L
780 µg/L
3900 µg/L
19500 µg/L
MW Kontrollen
31 µg/L
156 µg/L
780 µg/L
3900 µg/L
19500 µg/L
MW Kontrollen

c
Sauerstoffsättigung [%]
130
120
110
100
90
80
70
-14 -7 0 7 14 21 28 35 42 49 56 63 70
Versuchszeitraum [d]
36
31 µg/L
156 µg/L
780 µg/L
3900 µg/L
19500 µg/L
MW Kontrollen
Abb. 3.7: Abiotische Parameter in den mit Fluroxypyr behandelten Mikrokosmen. a: Leitfähigkeit, b: pH Wert,
und c: Sauerstoffgehalt. Für Temperaturverlauf siehe Abb. 3.2 c.
Allgemein kann an den stark variierenden abiotischen Parametern kein
konzentrationsabhängiger Verlauf durch eine steigende Fluroxypyrkonzentration detektiert
werden.

3.2.3. Phytoplankton
a
b
Trockengewicht [mg/m 3 ]
Gesamt - Chlorophyll [mg/m 3 ]
3500
3000
2500
2000
1500
1000
500
30
25
20
15
10
5
0
-14 -7 0 7 14 21 28 35 42 49 56
Tage [d]
0
-14 -7 0 7 14 21 28 35 42 49 56
Tage [d]
37
31,5 µg/L
156 µg/L
781 µg/L
3910 µg/L
19540 µg/L
MW Kontrolle
31,5 µg/L
156 µg/L
781 µg/L
3910 µg/L
19540 µg/L
MW Kontrolle
Abb. 3.8. Trockengewicht (a) und Gesamtchlorophyllgehalt (b) des Phytoplanktons in den Kontrollen und den
mit verschiedenen Fluroxypyrkonzentrationen behandelten Mikrokosmen.

Das Trockengewicht des Phytoplanktons unterscheidet sich bereits vor Dotierung in den
verschiedenen Mikrokosmen. Ab Dotierung kann zwar in den meisten Ansätzen eine
Reduktion des Trockengewichts nachgewiesen werden, jedoch variieren die Kontrollen an
den Tagen 28 und 42 sehr stark und es gibt einige deutliche Ausreißer nach oben (31,5; 781
und 3910 µg/l)
Im Vergleich zum Trockengewicht ähnelt sich der Gesamtchlorophyllgehalt des
Phytoplanktons zu Versuchsbeginn in den verschiedenen Mikrokosmen und verhält sich im
Folgenden während des Experimentes in den verschiedenen Ansätzen auch ähnlich. An
einigen Probezeitpunkten weicht der Chlorophyllgehalt bei den Mikrokosmen, behandelt mit
156, 781 und 3910µg/L Fluroxypyr, von diesem Verlauf jedoch ab. Durch die nicht lineare
Konzentrations-Wirkungsbeziehung während aller Probenahmetage und die große Varianz in
den Kontrollen kann keine Effektkonzentration berechnet werden.
Wie schon in der Abiotik lässt sich bei Fluroxypyr keine Konzentrationsabhängigkeit bei den
untersuchten Parametern nachweisen, weshalb keine Effektkonzentrationen errechnet werden
können
3.2.4 Periphyton
Im Gegensatz zum Isoproturon Treatment korreliert das Verhältnis zwischen Trockengewicht
und Gesamtchlorphyllgehalt des Periphytons bei den mit Fluroxypyr behandelten
Mikrokosmen nicht mehr. Vor allem beim Trockengewicht gibt es schon vor der Dotierung
Unterschiede zwischen den verschiedenen Mikrokosmen. Aber auch nach Dotierung kann
weder beim Parameter Trockengewicht noch beim Parameter Gesamtchlorophyllgehalt ein
Muster für den Einfluss von Fluroxypyr nachgewiesen werden.
38

a
b
Trockengewicht [mg/m 2 ]
Gesamt - Chlorophyll [mg/m 2 ]
1800
1600
1400
1200
1000
25
20
15
10
800
600
400
200
5
0
-7 0 7 14 21 28 35 42 49
Tage [d]
0
-7 0 7 14 21 28 35 42 49
Tage [d]
39
31,5 µg/L
156 µg/L
781 µg/L
3910 µg/L
19540 µg/L
MW Kontrolle
31,5 µg/L
156 µg/L
781 µg/L
3910 µg/L
19540 µg/L
MW Kontrolle
Abb. 3.9. Trockengewicht (a) und Gesamtchlorophyllgehalt (b) des Periphyton auf den Aufwuchsträgern in den
Kontrollen und den mit verschiedenen Fluroxypyrkonzentrationen behandelten Mikrokosmen.
Bei der Wandbeprobung am Ende des Versuchszeitraumes (7.7.2010) wurde erneut eine
große Differenz zwischen den Größenordnungen des Periphytons an der Mikrokosmoswand
und dem an den Aufwuchsträgern festgestellt.

a
b
Trockengewicht [mg/m 2 ]
Gesamt - Chlorophyll [mg/m 2 ]
25000
20000
15000
10000
70
60
50
40
30
20
10
5000
0
0
MW
Kontrollen
MW
Kontrollen
31,5 µg/L 156 µg/L 781 µg/L 3910
µg/L
Fluroxypyr [µg/L]
40
19540
µg/L
31,5 µg/L 156 µg/L 781 µg/L 3910 µg/L 19540
µg/L
Fluroxypyr [µg/L]
Aufwuchsträger
Wandprobe
Aufwuchsträger
Wandprobe
Abb. 3.10. Trockengewicht (a) und Gesamtchlorophyllgehalt (b) des Periphyton im Vergleich zwischen
Aufwuchsträgern und Mikrokosmoswand in den Kontrollen und den mit verschiedenen
Fluroxypyrkonzentrationen behandelten Mikrokosmen.

Im Gegensatz zur Aufwuchsträgerprobe, bei der kein Effekt von Fluroxypyr auf das
Trockengewicht festgestellt werden konnte, kann bei der Wandprobe eine deutliche
Abnahme des Trockengewichts mit steigender Fluroxypyrkonzentration nachgewiesen
werden.
Die klare Konzentrations-Wirkungsbeziehung beim Trockengewicht wird nur durch die
mittlere Fluroxypyrkonzentration unterbrochen, in der das Trockengewicht vollständig fehlte.
Hierdurch kann keine Effektkonzentration berechnet werden. Trotz großer Varianz der
Kontrollen, kann im Vergleich bei der höchsten Fluroxypyr-Konzentration eine Reduktion
des Trockengewichts detektiert werden.
Der Gesamtchlorophyllgehalt in den Kontrollen variiert sehr stark, wodurch ein Vergleich
der mit Fluroxypyr behandelten Mikrokosmen erschwert wird. Die beiden geringsten
Fluroxyyrkonzentrationen (31,5 und 156 µg/L) weisen geringere Chlorophyllwerte auf als
die folgenden höheren Fluroxyyrkonzentrationen. Dementsprechend kann keine
durchgängige Konzentrations-Wirkungsbeziehung zwischen Fluroxypyr und dem
Chlorophyllgehalt nachgewiesen werden. Erst ab der mittleren Fluroxypyrkonzentration (781
µg/l) nimmt der Gesamtchlorophyllgehalt linear ab. Durch diese nicht konsistente, lineare
Konzentrations-Wirkungsbeziehung und die große Varianz in den Kontrollen kann keine
Effektkonzentration berechnet werden.
3.3. Clodinafop
3.3.1. Clodinafop Abbau
Bis zum 28. Tag nach Applikation hat sich die Summe aus Clodinafop-propargyl- und
Clordinafop-Säure in allen Konzentrationen nicht abgebaut. Ab dem 28. Tag bis zum Ende
des Experiments (Tag 56) konnte ein geringer Abbau nachgewiesen werden. Da dieser
Abbau jedoch vernachlässigbar ist, wird in den folgenden Betrachtungen von der
Nominalkonzentration ausgegangen.
41

Σ Clodinafop-propargyl und Clodinafop-säure [µg/L]
10000
1000
100
10
1
0 7 14 21 28 35 42 49 56
Tage nach Dotierung
42
1240 µg/L
310 µg/L
78 µg/L
19,6 µg/L
4,84 µg/L
Abb. 3.11. Summe aus Clodinafop-propargyl und Clodinafop-säure [µg/L] in den Mikrokosmen während des
Versuchszeitraumes (durchgezogene Linie: Realkonzentration, gestrichelte Linie: applizierte
Nominalkonzentration).
3.3.2. Clodinafop Abiotik
Vor und auch nach der Clodinafop-Applikation gleicht sich der Verlauf der abiotischen
Parameter in den verschiedenen Mikrokosmen. Die einzige stetige Ausnahme bildet jedoch
der Mikrokosmos mit der höchsten Clodinafopkonzentration (1240 µg/L). Direkt nach
Applikation ist bereits die Leitfähigkeit höher als bei den anderen Mikrokosmen. Beim pH-
Wert ist diese Entwicklung noch viel deutlicher. Der pH-Wert liegt stetig auf einem konstant
niedrigeren Niveau und auch der Sauerstoffgehalt ist niedriger als bei den anderen
Mikrokosmen.

a
b
Leitfähigkeit [µS/cm]
pH
550
540
530
520
510
500
490
480
470
460
450
-14 -7 0 7 14 21 28 35 42 49 56 63 70
9
8,8
8,6
8,4
8,2
8
7,8
Versuchszeitraum [d]
7,6
-14 -7 0 7 14 21 28 35 42 49 56 63 70
Versuchszeitraum [d]
43
4,84 µg/L
19,6 µg/L
78 µg/L
310 µg/L
1240 µg/L
MW Kontrollen
4,84 µg/L
19,6 µg/L
78 µg/L
310 µg/L
1240 µg/L
MW Kontrollen

c
Sauerstoffgehalt [mg/L]
12
11
10
9
8
7
6
-14 -7 0 7 14 21 28 35 42 49 56 63 70
Versuchszeitraum [d]
44
4,84 µg/L
19,6 µg/L
78 µg/L
310 µg/L
1240 µg/L
MW Kontrollen
Abb. 3.12: Abiotische Parameter in den mit Clodinafop behandelten Mikrokosmen. a: Leitfähigkeit, b: pH Wert
und c: Sauerstoffgehalt. Für Temperaturverlauf siehe 3.2.c

3.3.3 Phytoplankton
a
b
Trockengewicht [mg/m 3 ]
Gesamt - Chlorophyll [mg/m 3 ]
2000
1800
1600
1400
1200
1000
30
25
20
15
10
800
600
400
200
5
0
-14 -7 0 7 14 21 28 35 42 49 56
Tage [d]
0
-14 -7 0 7 14 21 28 35 42 49 56
Tage [d]
45
4,84 µg/L
19,6 µg/L
78 µg/L
310 µg/L
1238 µg/L
MW Kontrolle
4,84 µg/L
19,6 µg/L
78 µg/L
310 µg/L
1238 µg/L
MW Kontrolle
Abb. 3.13. Trockengewicht (a) und Gesamtchlorophyllgehalt (b) des Phytoplankton in den Kontrollen und den
mit verschiedenen Clodinafopkonzentrationen behandelten Mikrokosmen.
Beim Trockengewicht des Phytoplanktons können bereits vor Dotierung sehr deutliche
Unterschiede zwischen den verschiedenen Mikrokosmen nachgewiesen werden. Im

Vergleich dazu ist der Chlorophyllgehalt zu diesem Zeitpunkt in den verschiedenen Ansätzen
gleich.
Ab dem Zeitpunkt der Dotierung bricht sowohl das Trockengewicht als auch der
Gesamtchlorophyllgehalt in der höchsten Clodinafopkonzentration (1240 µg/L) vollständig
zusammen. In den anderen Konzentrationen ist kein eindeutiger Trend erkennbar.
3.3.4 Periphyton
Beim Periphyton sind die getesteten Parameter Trockengewicht und Chlorophyllgehalt vor
Versuchsbeginn auf einem ähnlichen Niveau. Nur der Mikrokosmos, in den später die
höchste Clodinafopkonzentration appliziert wird, zeigt schon vor Applikation deutlich
geringere Werte an (Abb. 3.14).
Wie bei Isoproturon fällt auch bei Clodinafop ein übereinstimmender Verlauf des
Trockengewichts und der Chlorophyllgehaltes auf. Das Trockengewicht und der
Chlorophyllgehalt des Periphytons variieren in den verschiedenen Mikrokosmen stark. Auch
das gemessene Trockengewicht in den Kontrollen variiert deutlich, wodurch ein allgemeiner
Vergleich mit den anderen Treatments insgesamt problematisch ist. Auffällig ist, dass sich
bis zu Tag 14 die geringste und die höchste Clodinafopkonzentration (4,84 und 1240 µg/L) in
den untersuchten Parametern auf einem ähnlich konstanten, niedrigen Niveau befinden.
Durch die nicht lineare Konzentrations-Wirkungsbeziehung während aller Probenahmetage
und die bereits erwähnte große Varianz in den Kontrollen, kann keine Effektkonzentration
berechnet werden.
Wie bei den vorangegangenen Experimenten weist auch in diesem Fall die Größenordnung
des Trockengewichts den deutlichsten Unterschied zwischen den Aufwuchsträgerproben und
den Wandproben auf. Bei der Probennahme des Periphytons an der Mikrokosmoswand kann
in der geringsten Clodinafopkonzentration (4,84 µg/L) eine starke Erhöhung des
Chlorophyllgehaltes und des Trockengewichts detektiert werden. Im Vergleich zu Kontrolle
ist das Trockengewicht ab 19,6 µg/L vermindert. Am deutlichsten tritt dies bei der höchsten
Clodinafopkonzentration (1238 µg/L) zu Tage. Durch die große Variation des
Chlorophyllgehaltes in der Kontrolle tritt erst in der höchsten Clodinafopkonzentration eine
eindeutige Reduktion des Chlorophyllgehaltes auf.
46

a
b
Trockengewicht [mg/m 2 ]
Gesamt - Chlorophyll [mg/m 2 ]
1800
1600
1400
1200
1000
25
20
15
10
800
600
400
200
5
0
-7 0 7 14 21 28 35 42 49
Tage [d]
0
-7 0 7 14 21 28 35 42 49
Tage [d]
47
4,84 µg/L
19,6 µg/L
78 µg/L
4,84 µg/L
19,6 µg/L
78 µg/L
310 µg/L
310 µg/L
1238 µg/L
1238 µg/L
MW Kontrolle
MW Kontrolle
Abb. 3.14. Trockengewicht (a) und Gesamtchlorophyllgehalt (b) des Periphyton auf den Aufwuchsträgern in
den Kontrollen und den mit verschiedenen Clodinafopkonzentrationen behandelten Mikrokosmen.

a
b
Trockengewicht [mg/m 2 ]
Gesamt - Chlorophyll [mg/m 2 ]
25000
20000
15000
10000
5000
70
60
50
40
30
20
10
0
0
MW
Kontrollen
MW
Kontrollen
4,84 µg/L 19,6 µg/L 78 µg/L 310 µg/L 1238
µg/L
Clodinafop [µg/L]
4,84 µg/L 19,6 µg/L 78 µg/L 310 µg/L 1238 µg/L
Clodinafop [µg/L]
48
Aufwuchsträger
Wandprobe
Aufwuchsträger
Wandprobe
Abb. 3.15. Trockengewicht (a) und Gesamtchlorophyllgehalt (b) des Periphyton im Vergleich zwischen
Aufwuchsträgern und Mikrokosmoswand in den Kontrollen und den mit verschiedenen
Clodinafopkonzentrationen behandelten Mikrokosmen.

4. Diskussion
Diese Arbeit stellt ein Teilprojekt eines Mikrokosmos Versuches dar, in dem die
Auswirkungen exemplarisch von einem Photosynthesehemmer, einem Auxin und von einem
Fettsäuresythesehemmer auf verschiedene Makrophytenarten untersucht wurden (Schott et
al. 2010).
In der Mikrokosmos Studie wurde gestestet, wie sich die Sensitivität der Wasserlinse
Landoltia punctata, nah verwandt mit der in den meisten ökotoxikologischen Tests
verwendeten Lemna minor (OECD 2006), im Vergleich zu der submersen Myriophyllum
spicatum und der grasartigen Glyceria maxima verhält. Zusätzlich sollte evaluiert werden,
welche Endpunkte für die Erfassung der Auswirkungen solcher Herbizidtypen geeignet sind.
Um Zusatzinformationen zu den Auswirkungen auf die weiteren photosynthetisch aktiven
Bestandteile des Mikrokosmosökosystems zu erhalten, wurden als Teilprojekt dieser Studie
die Auswirkungen auf das Phytoplankton und das Periphyton ermittelt.
Isoproturon wurde als eine Art Referenzherbizid ausgewählt, da davon ausgegangen wurde,
dass es als Photosynthesehemmer sowohl bei allen eingesetzten Makrophyten als auch bei
allen weiteren photosynthetisch aktiven Organismen im Mikrokosmos Effekte verursacht.
Hingegen wurde durch die spezifischeren Wirkmodi bei Fluroxypyr, als Wachstumsregulator
bei Dikotyledonen, nur ein Effekt auf Myriophyllum und bei Clodinafop, als
Fettsäurehemmer, nur einen Effekt auf das grasartige Glyceria erwartet. Hauptsächlich bei
den letzteren beiden Herbiziden ist zu vermuten, dass die Effekte auf Phytoplankton und
Periphyton eher unspezifischer natur sind und die Ergebnisse vermutlich stärker indirekt
durch die Interaktionen mit den Makrophyten beeinflusst werden.
4.1 Isoproturon
Isoproturon ist ein relativ altes Herbizid, über das bereits viele veröffentlichte Effektdaten für
verschiedene Testarten vorliegen (Pesticideinfo 2010). Beispielsweise konnte nach 2-
stündiger Exposition für die Alge Chlorella vulgaris ein EC50 Werte von 35 µg/L ermittelt
werden. Nach 96-stündiger Exposition weist Scenedesmus subspivcatus einen EC50 Wert von
21 µg/L auf (Pesticideinfo 2010). Im Vergleich dazu wurde für die Alge Chlamydomonas
rheinhardi jedoch ein EC50 von 40 µg/L ermittelt (Traunspurger et al. 1996).
Darüber hinaus sind neben den Daten über die Effekte auf Makrophyten auch zahlreiche
Informationen über die Auswirkungen auf Phytoplankton und Periphyton in Mikro- bzw.
Mesokosmen publiziert (Dorigo and Leboulanger 2001; Knauert et al. 2009; Knauert et al.
49

2010; Pérès et al. 1996; Schmitt-Jansen and Altenburger 2005b; Traunspurger and Drews
1996). Die Ergebnisse der publizierten Mikrokosmos-Versuche zeigen, dass Effekte für das
Periphyton oder das Phytoplankton teilweise oberhalb aber auch teilweise unterhalb der
EC50 Werte für die einzelnen Algenarten liegen.
Traunspurger et al. (1996) konnte bei Exposition bis 90 µg/L Isoproturon in einem
aquatischen Mikrokosmos keine Auswirkungen auf Abundanz oder die Artzusammensetzung
von Phytoplankton und Zooplankton nachweisen. Bei der akuten Exposition von natürlichem
Periphyton aus Süßgewässern gegenüber Isoproturon konnten anhand von in vivo
Chlorophyll A Fluoreszenz Messungen abhängig vom Herkunftsort des Periphytons stark
schwankende EC50 Werte zwischen 14,44 bis 1396,56 µg/L nachgewiesen werden (Dorigo
and Leboulanger 2001).
Schmitt-Jansen und Altenburger (2005b) untersuchte Periphytongesellschaften bei
Exposition gegenüber Isoproturon von 2,4 bis 312 µg/L in Mikrokosmen. Als Testparameter
wurde die Biomasse, die Chlorophyll A Fluoreszenz, die photosynthetische Kapazität des
PSII und die taxonomische Artzusammensetzung herangezogen. Alle Parameter zeigten eine
schwere Beeinträchtigung der Periphytongemeinschaft bei Isoproturon > 40 µg/L an. Die
Biomasse war bereits ab 20 µg/L, die Fluoreszenz ab 40 µg/L betroffen. Besonders die
Artenzusammensetzung der Periphytongesellschaft veränderte sich in dieser Konzentration.
In diesen Gemeinschaften dominierte die Kieselalge Navicula haophilia. Darüber hinaus
fanden Schmitt-Jansen und Altenburger 2005 einen deutlichen Anstieg der PICT (pollutant
induced community toleranz) in niedrigen Isoproturonkonzentrationen.
In der Studie von Pérès et al. (1996) reagierte die Aufwuchsgemeinschaft am sensibelsten auf
Isoproturon. Er konnte eine Reduktion um bis zu 96% der periphytischen Diatomeendichte
und eine Veränderung der Diatomeengesellschaft ab 5 µg/L nach 34 Tagen Exposition im
Vergleich zu einem Kontrollmikrokosmos nachweisen. Bei der nächst höheren Konzentration
von 71 µg/L wurden derart wenig lebende Diatomeen gefunden, dass es die Autoren
ablehnten, einen Rückschluss auf die Dichte bzw. die Gesellschaftsstruktur zu ziehen. Nach
71 Tagen trat eine Erholung verschiedener Gesellschaftsparamater wie der species richness
und dem indices of diversity auf. Bei der Bestimmung der periphytischen Diatomeen auf
Artniveau wurden bei 71 µg/L vorwiegend heterotrophe Diatomeen gefunden.
In der hier vorgestellten Studie war beim Phytoplankton in den beiden höchsten Isoproturon
Konzentrationen (58 und 145 µg/L) sowohl das Trockengewicht als auch der
Gesamtchlorophyllgehalt, im Vergleich zu den anderen Treatments und der Kontrolle,
50

eduziert. Eine Konzentrations-Wirkungsbeziehung konnte allerdings für keinen Endpunkt
und keinen der untersuchten Probenahmezeitpunkte ermittelt werden.
Beim Untersuchen der Aufwuchsträger konnte man beim Periphyton eine Reduktion des
Trockengewichts und des Gesamtchlorophyllgehalt nur in der höchsten
Isoproturonkonzentration (145 µg/L) detektieren. Im Vergleich dazu war das
Trockengewicht bei der Wandprobe 50 Tage nach Applikation bereits ab einer
Isoproturonkonzentration von 9,3 µg/L verringert.
Die Veränderung der Biomasse und des Gesamtchlorophyllgehaltes bei 58 und 145 µg/L
Isoproturon geht einher mit den Veränderungen der abiotischen Parameter. Der pH und die
Sauerstoffsättigung ist in diesen Konzentrationen deutlich verringert, die Leitfähigkeit
dagegen deutlich erhöht. Eine mechanistische Erklärung hierfür ist, dass durch Isoproturon,
entsprechend des bekannten Wirkmechanismus, die Photosynthese im Mikrokosmos
gehemmt wird. Durch die verminderte Photosyntheseaktivität wird weniger CO2 verbraucht.
Durch den geringeren CO2 Verbrauch verändert sich das Kohlesäuregleichgewicht und damit
die Pufferkapazität durch Hydrogenkarbonat, was zu einer Verminderung des pH-Wertes
führt. Durch den geringeren Anteil an verbrauchtem CO2 erhöht sich wiederum der Gehalt an
Hydrogenkarbonat und andere Ionen, was eine höhere Leitfähigkeit verursacht.
Selbstverständlich wird durch die gehemmte Photosynthese weniger Sauerstoff produziert,
was in einem geringeren Sauerstoffgehalt in den Mikroskomen mit höherer
Isoproturonkonzentration deutlich wird (Lampert und Sommer 1999).
Die Ergebnisse aus den vorgestellten Mikro-und Mesokosmenversuche zeigen, dass die
Reaktionen und die Empfindlichkeiten der Aufwuchsgemeinschaften sehr unterschiedlich
sein können und weisen auf hohe Sensitititätsunterschiede gegenüber Isoproturon zwischen
den verschiedenen Arten hin. Trotz der Verwendung von Summenparametern wie der
Biomasse oder dem Gesamtchlorophyllgehalt zeigten die Ergebnisse unserer Studie Effekte
auf die Periphytongemeinschaft in ähnlichen Konzentrationsbereichen wie Labor und andere
Mikro- und Mesokosmenstudien (Dorigo and Leboulanger 2001; Knauert et al. 2009;
Knauert et al. 2010; Pérès et al. 1996; Schmitt-Jansen and Altenburger 2005b; Traunspurger
and Drews 1996).
Für die Konzentrations-unabhängigen Wirkungsbeziehungen in dieser Studie so wie den
stark variierenden Effektkonzentrationen aus der Literatur zwischen 5 und 1396,56 µg/L
(Dorigo and Leboulanger 2001; Knauert et al. 2009; Knauert et al. 2010; Pérès et al. 1996;
51

Schmitt-Jansen and Altenburger 2005b; Traunspurger and Drews 1996) können mehrere
potentielle Erklärungen herangezogen werden. Zum einen wurden in den Studien
unterschiedliche Endpunkte untersucht. Die Wirkung von Isoproturon basiert auf der
Hemmung der Elektronen-Transportkette des PS II durch die Bindung von Isoproturon an
das D1 Protein (Carvalho et al. 2007). Dementsprechend könnte man annehmen, dass
Endpunkte, die im direkten Zusammenhag mit der Photosynthese stehen, sensitiver reagieren
als andere Endpunkte wie z.B. die Biomasse. Diese Vermutung kann jedoch durch die bereits
publizierten Effektkonzentrationen nicht bestätigt werden (Dorigo and Leboulanger 2001;
Schmitt-Jansen and Altenburger 2005a). Als besonders sensitiv erwiesen sich die
Artzusammensetzung und deren Veränderung (Pérès et al. 1996), auf die im Folgenden noch
genauer eingegangen wird. Zusätzlich muss noch aufgeführt werden, dass sich das
Versuchsdesign und die Expositionsdauer in den verschiedenen Experimenten deutlich
unterschieden haben.
Einer der wichtigsten Gründe für die unterschiedlichen Effektkonzentrationen könnte eine
Toleranzbildung der Periphyton- oder Phytoplanktongesellschaft sein. In einigen Studien
konnte eine Veränderung der untersuchten Gesellschaften und eine verminderte Sensitivität
nachgewiesen werden. Solch eine Toleranzbildung in einem Ökosystem kann durch die
Selektion der sensitiven Arten, welche durch resistente Arten ersetzt werden, stattfinden
(Schmitt-Jansen and Altenburger 2005a; Schmitt-Jansen and Altenburger 2005b).
Es ist bekannt, dass durch Herbizide ein solcher Selektionsdruck auf natürliche
Artgemeinschaften entstehen kann (Luoma 1977). Wenn eine Substanz auf eine Gesellschaft
mit Spezies unterschiedlicher Sensitivität wirkt, kann es aufgrund des Verschwindens der
sensitiven Arten zu einer Restrukturierung dieser kommen.
Solch eine Veränderung der Gesellschaft wurde bei einigen Studien für Isoproturon
angeführt. Pérès et al. (1996) fand durch Isoproturon eine Selektion der resistenteren, da
nicht betroffenen, heterotrophen im Vergleich zu autotrophen Arten. Es konnte ebenfalls bei
der Kolonisation von Periphytongesellschaften deutlich eine Veränderung der
Artenzusammensetzung in Periphytongesellschaft ab 40 µg/L, verursacht durch ein
zahlreicheres Auftreten der Kieselalge Navicula haophilia, nachgewiesen werden. Zusätzlich
stieg der PICT in niedrigen Konzentrationen an. Deshalb folgern die Autoren, dass ein
Herbizid die Periphytongesellschaft und die damit verbundene Primärproduktion verändern
kann, selbst wenn die Kontamination unterhalb des akuten Wirklevels liegt (Schmitt-Jansen
and Altenburger 2005b). Die Tatsache, dass in der geringsten Testkonzentration die höchste
52

Artanzahl gefunden wurde, wurde als Hinweis interpretiert, dass hier noch keine Selektion
stattgefunden hat. Bei Exposition gegenüber 80 µg/L Isoproturon veränderte sich auch die
Zusammensetzung einer Artengemeinschaft von Algen dramatisch (Schmitt-Jansen and
Altenburger 2005a).
Die beobachtete unterschiedliche Sensitivität von Periphytonarten rührt vermutlich von
verschiedenen Aufnahmewegen des Herbizids, der Verfügbarkeit an der Thylakoidmembran
oder dem Vorhandensein von Abbaumechanismen (Pérès et al. 1996).
Eine Veränderung der Artzusammensetzung, welche als sensitivster Endpunkt zu erwarten
ist, kann nur dann nachgewiesen werden, wenn auch entsprechende Testparameter untersucht
werden. Dafür ist für eine Identifizierung der Gesellschaftsstruktur des Periphytons durch
Taxonomie- oder Pigmentanalyse empfehlenswert (Dorigo and Leboulanger 2001). Andere
Summenparameter, wie die untersuchte Biomasse oder der Gesamtchlorophyllgehalt, haben
eine geringe Aussagekraft, da Effekte durch tolerantere Arten maskiert werden können. In
der vorgestellten Mikrokosmosstudie konnte keine Konzentrations-Wirkungsbeziehung
ermittelt werden, was vermutlich auf die zu Summenparameter Trockengewicht und
Gesamtchlorophyllgehalt zurückgeführt werden kann. Es ist anzunehmen, dass bereits in
geringeren Konzentrationen sensitive Arten auf Isoproturon reagierten, aber entstandene
Lücken von toleranteren Arten aufgefüllt wurden. Solch ein Austausch ist bei der
Betrachtung von Summenparametern nicht detektierbar. Erst bei sehr hohen
Konzentrationen, wenn auch tolerantere Arten Effekte durch Isoproturon nicht mehr
kompensieren können, kommt es zu einer Veränderung der Summenparameter.
Eine Auswertung auf Artenniveau wäre für die Auswertung dieser Studie sehr hilfreich
gewesen. Proben zur Bestimmung auf Artniveau wurden in dem vorgestellten
Mikrokosmosversuch auch genommen, konnten aber aufgrund des eingeschränkten
zeitlichen Rahmens der PGS-Abschlussarbeit nicht mehr analysiert werden. Auch Dorigo
und Leboulanger (2001) postulieren, dass durch eine geringere Aussagekraft von
Summenparametern zusätzlich die Gesellschaft bis auf die Artebene bestimmt werden sollte.
Sie schlagen vor, die Spezieszusammensetzung wiederum mit weiteren funktionalen
Parametern z.B. Fluoreszenz zu koppeln.
Allgemein ist die Demonstration toxischer Effekte auf dem Community Level unter
Feldbedingungen immer noch eine Herausforderung für Ökotoxikologen (Boivin et al. 2002).
Spezies unterscheiden sich in ihrer Sensitivität gegenüber einem Schadstoff und eine „am
sensitivste“ Art kann nicht generalisiert werden (Thurston et al. 1985).
53

4.2 Fluroxypyr
Im Gegensatz zum gut untersuchten Isoproturon liegen im Fall von Fluroxypyr und
Clodinafop nur wenige Informationen für die Effekte auf Organismen in aquatischen
Ökosystemen vor.
Obwohl die Fluroxypyrkonzentration in den Mikrokosmen während des gesamten
Versuchszeitraumes konstant auf dem dotierten Niveau war, konnte weder bei den
abiotischen Parametern noch beim untersuchten Phytoplankton oder Periphyton ein
eindeutiger Effekt auf das Periphyton der Aufwuchsträger nachgewiesen werden. Für einige
wasserchemischen Parameter konnten Abweichungen festgestellt werden, die aber nicht
direkt auf Fluroxypyr zurückgeführt werden konnten, da diese Abweichungen nicht konstant
auftraten und auch keine Konzentrations–Wirkungsabhängigkeit mit steigender Fluroxypyr
nachgewiesen werden konnte.
Einzig bei den Probenahmen an der Mikrokosmoswand nimmt das Trockengewicht in einer
zwar unterbrochenen aber trotzdem erkennbaren Konzentrations-Wirkungsbeziehung ab.
Hier kann bei 3910 µg/L oder noch etwas deutlicher bei 19540 µg/L von einer eindeutigen
Reduktion des Trockengewichts gesprochen werden. Beim Gesamtchlorophyllgehalt
wiederum ist die Variation der Wandkontrollen zu hoch und die Reaktionen in den
Konzentrationen zu variabel, um ebenfalls einen Effekt zu detektieren. Wenn auch nicht
statistisch validierbar, könnte bei den Wandproben von einem Effekt ab 3910 bzw. 19540
µg/L für das Wandperiphyton gesprochen werden.
Es ist bekannt, dass Fluroxypyr für terrestrische Pflanzen hochgiftig ist, weshalb davon
auszugehen ist, dass durch drift oder run off von behandelten Flächen ein Risiko für
aquatische Organismen und Nicht-Zielpflanzen entstehen kann (European-Commission
1999). Es ist aber ebenfalls bekannt, dass nicht alle Pflanzen gleich auf auxinartige Herbizide
reagieren. Im aquatischen Bereich wurde festgestellt, dass die Standardorganismen für
ökotoxikologische Test wie Lemna und verschiedene Algen nicht sensitiv auf auxinartige
Herbizide reagieren (Maltby et al. 2010). Als Vertreter der Gefäßpflanzen, wurde für Lemna
gibba nach 14 tägiger Exposition gegenüber Fluroxypyr ein LC50 von 12300 µg/L
veröffentlicht. Im Vergleich hierzu wurde bei der Alge Selenastrum capricornutum ein LC50
von 49800 µg/L (120 h), bei Navicula pelliculosa einen EC50 von 74,7 µg/L (72 h) und bei
Scenedesmus quadricauda ein EC50 von 52100 µg/L auf das Wachstum (96 h) nachgewiesen.
Bei Exposition gegenüber Fluroxypyr-meptyl wies Senedesmus subspicatus ein EC50 von 470
µg/L (72 h) auf.
54

Cedergreen und Streibig (2005) untersuchten unter anderem den Effekt von Fluroxypyr auf
die Wasserlinse Lemna minor und die Grünalge Pseudokirchneriella subcapitata. Jedoch
ermittelten sie, dass die synthetischen Auxine, im Vergleich zu anderen Wirkmechanismen,
auch in sehr hohen Konzentrationen für die einzellige Alge nahezu untoxisch waren. Wang
und Freemark (1995) kritisierten, dass die Unterschiede von Algen und Pflanzen bezüglich
der Sensitivität gegenüber Fluroxypyr so groß wären, dass Algen als Stellvertreter für höhere
Pflanzen in Toxizitätstests nicht eingesetzt werden sollten. Cedergreen und Streibig (2005)
nehmen an, dass die Unempfindlichkeit von einzelligen Algen auf synthetische Auxine auf
der Tatsache beruht, dass sie als einzellige Organismen nicht durch Pflanzenhormone
(Auxine) beeinflusst werden.
Diese Begründung kann auch für die Unempfindlichkeit des Periphytons oder des
Phytoplanktons in den hier untersuchten Mikrokosmen herangezogen werden. Da der
Wirkmechanismus von Fluroxypyr als Wachstumsregulator bezeichnet wird, welcher sich
durch übermäßiges Wachstum bei Makrophyten auszeichnet, ist es plausibel dass bei
einzelligem Plankton bzw. Phytoplankton kein Effekt nachzuweisen ist. Denn bei einzelligen
Organismen spielt das Zellwachstum keine Rolle. Die ersten Ergebnisse der hier
vorgestellten Versuche zeigen, dass die von Maltby et al. (2010) vorgeschlagene
Makrophytenart Myriophyllum die sensitivste Art gegenüber Fluroxypyr in den
Mikrokosmen war (Schott et al. 2010). Es konnte ein EC50 von 94,5 µg/L Fluroxypyr für
Myriophyllum errechnet werden.
4.3 Clodinafop
Bei Clodinafop konnte bei 1238 µg/L, der höchsten gestesteten Konzentration, ein Effekt auf
die abiotischen Parameter wie Leitfähigkeit, pH und Sauerstoffgehalt gefunden werden.
Auch konnte eine deutliche Reduktion, sowohl des Trockengewichts als auch des
Chlorophyllgehaltes beim Phytoplankton und Periphyton in dieser Konzentration
nachgewiesen werden. Dieses konsistente Auftreten von Effekten bei allen getesteten
Parametern weist darauf hin, dass Clodinafop eindeutig die Biozönöse beeinträchtigt hat.
Andererseits traten in diesem Mikrokosmos schon vor Applikation deutliche Unterschiede zu
anderen Mikrokosmen auf. Deshalb kann mit den vorhandenen Daten noch nicht
abschließend geklärt werden, ob die Effekte im Mikrokosmos auf Clodinafop
zurückzuführen sind oder von anderen Faktoren beeinflusst wurden.
55

Zu den Auswirkungen von Clodinafop auf photosynthetisch aktive Organismen im
aquatischen Bereich sind nur sehr wenige Daten veröffentlicht. Einer der wenigen Hinweise
ist, dass die sensitivste aquatische Pflanze Lemna gibba (Dikotyledone) mit einem EC50 > 2.4
mg/L ist (EPA 2000). Die Kieselalge Navicula pelliculosa ist mit einem EC50 > 3.0 mg/L die
sensitivste Alge (EPA 2000). Ma et al. (2006) zeigt allgemein, dass der EC50 von
Raphidocelis subcapitata nach 96-stündiger Exposition gegenüber Herbiziden, welche die de
novo Synthese von Fettsäuren durch die Inhibition der ACCasen inhibieren, zwischen 200–
5300 µg/L variieren.
Clodinafop-propargyl interagiert und inhibiert dadurch das Enzym Acetyl Co-enzyme A
Carboxylase (ACCase), welches für die Fettsäuresynthese essentiell ist (EPA 2000). Die
produzierten Fettsäuren werden unter anderem für das Wachstum der Pflanze benötigt. Die
Sensitivität beruht auf der unterschiedlichen Abbaugeschwindigkeit des Herbizids in den
Pflanzen. Im Gegensatz zu grasartigen Monokotyledonen ist die Acetyl-coenzyme A
Carboxylase (ACCase) der meisten Dikotyledonen nicht sensitiv gegenüber AOPP
Herbiziden (Prado et al. 1999; Tal et al. 1996). Clodinafop-propargyl wird dabei von der
Esterform in die aktive Säure umgewandelt und dann zur inaktiven Form metabolisiert.
Grasartige Unkräuter wie Bromus asper oder Echinocloa muricata können Clodinafop-
propargyl nicht effektiv abbauen, wodurch sich das Herbizid in letalen Dosen in den
meristematischen Wachstumspunkten akkumuliert. Deshalb wird Clordinafop zur Kontrolle
verschiedener monoktolyedonen Gräser eingesetzt (Abbaspoor and Streibig 2005).
Es ist möglich, dass der beobachtete Effekt beim Periphyton und Phytoplankton in der
höchsten Konzentration von 1238 µg/L auf das Clodinafop zurückzuführen ist. Aufgrund des
beschriebenen Wirkmechanismus kann auch bei ihnen von einer Beeinträchtigung der
Fettsäuresynthese ausgegangen werden, was sich durch die reduzierte Biomasse und den
geringeren Chlorophyllgehalt ausdrücken würde.
Es ist anzunehmen, dass die unterschiedlichen Arten, aus denen sich das Periphyton und
Phytoplankton zusammensetzt, unterschiedlich sensitiv auf Clodinafop reagieren. Bei diesem
Szenario wäre es wahrscheinlich, dass auch hier sensitive Arten durch tolerante Arten ersetzt
wurden. Dies ist, wie bereits für Isoproturon diskutiert, bei der ausschließlichen
Untersuchung der Summenparameter Trockengewicht und Chlorophyllgesamtgehalt nicht zu
detektieren.
56

Die Effektkonzentrationen für Algen in der Literatur liegen für Clodinafop durchschnittlich
bei über 2 mg/L. Die höchste gestestete Konzentration in den Mikrokosmen war 1238 µg/L,
da die Testkonzentrationen im Hinblick auf die Sensitivität für aquatische Makrophyten
ausgewählt wurden. Dementsprechend kann keine abschließende Bewertung für Clodinafop
für das Periphyton und Phytoplankton im Mikroksomosversuch gegeben werden.
a
Abb. 4.1 a: Aufwuchsträger in Mikrokomos mit 1238 µg/L Clodinafop dotiert b: Aufwuchsträger in einem
Kontrollmikrokosmos (8. Juni 2010)
4.4 Methodik
Im Folgenden Abschnitt wird auf einige methodische Details eingegangen, die bei der
Interpretation der gewonnen Informationen oder bei der Planung ähnlicher Fragestellungen
wichtige Ergänzungen darstellen.
Aufgrund der großen Variabilität der Kontrollen und der großteils fehlenden Konzentrations-
Wirkungsbeziehung zwischen den gestesteten Endpunkten und den Herbizidkonzentrationen
war es in keinem der Fälle möglich, verlässliche EC50 Werte zu errechnen. Beispielsweise
konnten für die Chlorophylldaten der Periphyton Wandprobenahme nach Datenanpassung,
57
b

die für den ECx Ansatz am besten geeignet waren, zwar EC50 Werte berechnet werden,
jedoch war bei diesen der Vertrauensbereich zu groß, um zuverlässige Werte zu erhalten
(Isoproturon EC50: 11,54, Konfidenzintervall 1,91-69,92) (Fluroxypyr EC50: 12,24,
Konfidenzintervall 5,32x10 -7 -2,81x10 8 ) (Clodinafop EC50: 0,08, Konfidenzintervall 1,27x10 -
10 -5,94x10 7 ). Deshalb wurde im Weiteren davon abgesehen, EC50 Werte zu errechnen.
Aufgrund der geringen statistischen Power (keine Replikate) können die Effekte auch nicht
mit anderen statistischen Methoden ausgewertet werden.
Für künftige Studien wird deshalb empfohlen Replikate bzw. zumindest Pseudoreplikate zu
verwenden, welche durch mehrere Proben aus einem Mikrokosmos gewonnen werden
könnten. Hierdurch sind zukünftige Daten dann auch mit anderen Tests statistisch zu
bearbeiten und detektierte Effekte können somit abgesichert werden.
Die Reaktionen der untersuchten Parameter können neben dem Einfluss der Herbizide auch
durch andere abiotische bzw. biotische (indirekte) Faktoren beeinflusst werden. Dabei könnte
eine Konkurrenz zwischen verschiedenen Arten einer trophischen Stufe genauso wie
Interaktionen zwischen verschiedenen trophischen Stufen, also den Konsumenten, eine Rolle
spielen. Vor allem die Verfügbarkeit von Nährstoffen sollte hier hervorgehoben werden, da
die aquatischen Makrophyten mit den einzelligen Algen um sie konkurrieren. Aber auch
interspezifische Interaktionen mit Weidegängern, zu denen in diesem Mikrokosmosversuch
vor allem Schnecken gezählt werden können, fallen ins Gewicht.
An dieser Stelle soll nicht unerwähnt bleiben, dass bei der Erfassung des Trockengewichts
des Planktons nicht zwischen Phyto- und Zooplankton unterschieden werden konnte. Auch
beim Periphyton ist es möglich, dass „Weidegänger“, wie sehr kleine Schnecken, im
Trockengewicht integriert wurden und dadurch nicht den realen Wert des Trockengewichtes
repräsentieren. Bei den Probenahmen wurde zwar darauf Acht gegeben, dass sich keine
Schnecken in den Proben befinden, allerdings sind vor allem sehr kleine Schnecken in den
dichter bewachsenen Aufwuchsträgern nicht gut zu detektieren. Deshalb muss der Parameter
in diesem Zusammenhang etwas vorsichtiger als Indikator für den Zustand des
Phytoplanktons oder Periphytons behandelt werden, da er unter Umständen nicht den realen
Zustand in den Mikrokosmen repräsentieren kann. Den Einfluss der Schnecken auf das
Trockengewicht beim Periphyton sollte man jedoch nicht überschätzen, denn in den meisten
Mikrokosmen haben sich das Trockengewicht und der Gesamtchlorophyllgehalt parallel
58

verhalten. Der Gesamtchlorophyllgehalt ist durch die oben genannten Gründe nicht
beeinflussbar, wodurch er sich für die Bewertung besser eignet.
Bei der Periphytonprobenahme ist es eine Herausforderung, eine repräsentative Probe zu
nehmen, die das Ökosystem widerspiegelt. Zum einen ist das Periphyton nicht homogen, d.h.
es wächst unterschiedlich je nach Substrat, Lichteinfall und Strömung. Zusätzlich konnte
beim Betrachten der Aufwuchsträger während des Experimentes teilweise ein
„Peelingeffekt“ beobachtet werden. Bei sehr dichtem Bewuchs lösen sich Teile des
Periphytons ab. Dieses Phänomen kann als Ursache für die große Varianz innerhalb der
Periphytonproben in diesem Versuch herangezogen werden. Die Methode, Aufwuchsträger
zu verwenden, ist bei der Untersuchung von Periphyton weit verbreitet. Allerdings konnte in
diesem Experiment eindeutig gezeigt werden, dass die verwendeten Aufwuchsträger nicht
den realen Periphytonbewuchs innerhalb des Mikrokosmoses repräsentieren. Durch den
optischen Unterschied aufmerksam gemacht, wurde am Ende des Experimentes deshalb eine
zusätzliche Probenahme des Periphytons an der Wand durchgeführt. Das Trockengewicht
und das Gesamtchlorophyll waren bei den Wandproben teilweise bis um das 24-fache (bei
Kontrollen) im Vergleich zu den Aufwuchsträgern gesteigert. Deshalb muss angenommen
werden, dass die Aufwuchsträger in diesem Fall die Periphytongesellschaft im Mikrokosmos
nicht ausreichend repräsentieren. Die gewonnen Daten können im Verhältnis zur jeweiligen
Kontrolle dennoch in Relation gesetzt werden.
Über die Ursachen der Abweichungen der Periphytondichte auf den Aufwuchsträgern im
Vergleich zu den Mikrokosmoswänden kann spekuliert werden. Dabei kann potentiell die
mittige Position der Aufwuchsträger in den Mikrokosmen das dortige Lichtregime im
Vergleich zu den Wänden oder die unterschiedliche Strömungsintensität eine Rolle spielen.
Für zukünftige Experimente sollte deshalb diskutiert werden, ob es sinnvoll ist beim
Periphyton direkte Wandproben den Aufwuchsträgern vorzuziehen. Von Vorteil wäre bei der
Wandbeprobung, dass durch die größere Menge von Periphyton an der Wand, Effekte viel
deutlicher detektiert werden könnten.
Ein wichtiger Nachteil ist jedoch, dass eine solche Wandprobenahme mit mehreren
methodischen Herausforderungen einhergeht. Zum einen ist die Probenahme selbst
problematisch, da beim Abkratzen gelöste Periphytonflocken nicht mehr integriert werden
können. Aber vor allem bei wiederholten Probenahmen ist es auch von Bedeutung an
welcher Stelle im Mikrokosmos die Probe genommen werden, damit sie repräsentativ ist.
Sonst können Faktoren wie unterschiedliche Stömungs- oder Lichteinflüsse ebenfalls
59

Einfluss auf die Periphytondichte haben. Zusätzlich sollte für eine Vergleichbarkeit
gewährleistet werden, dass Proben in anderen Mikrokosmen an der genau gleichen Stelle
gezogen werden können.
Auch sind die eigentliche Technik bzw. die Utensilien der Probenahme von Bedeutung. Im
vorliegenden Experiment wurde die Wand mit einem Schaber und einem anhängenden Netz
abgeschabt. Mit der Gummilippe wurde das Periphyton abgeschabt und durch die
Aufwärtsbewegung beim Schaben im Netz aufgefangen. Diese Handhabung hat den
Nachteil, dass es nur eine Möglichkeit gibt, die Probe zu nehmen, eine Nachprobe wäre nicht
möglich.
Diese Diskussion zeigt, dass viele Aspekte bei den Probenahmen für das Periphyton zu
beachten sind. Es wird für künftige Studien empfohlen, die Art der Probenahme bzw. des
Probenortes passend zur Fragestellung auszuwählen. Hierdurch könnten eventuell Defizite
verringert werden.
Ein weiteres interessantes Phänomen konnte ermittelt werden: bei Isoproturon und in einigen
Fällen bei Clodinafop konnte teilweise in den geringen bzw. teilweise auch in den geringsten
Konzentrationen ein fördernder Effekt für die untersuchten Parameter festgestellt werden.
Dieser in der Literatur als Hormesis bezeichneter Effekt ist zwar gut bekannt, deren Ursache
wird aber von Experten noch diskutiert (Belz et al. 2008). Inwiefern Hormesis in den
Mikrokosmen beim untersuchten Periphyton und Phytoplankton als Erklärungsgrund
herangezogen werden kann, ist jedoch aufgrund der Datenlage nicht zu klären.
4.5 Zusammenfassung und Ausblick
• Isoproturon als Photosynthesehemmer hat Auswirkungen auf das Periphyton
(LOEC: 145 µg/L) und das Phytoplankton (LOEC: 58 µg/L). Obgleich nicht
endgültig übertragbar, bewegen sich die Effektkonzentrationen des Periphytons
und des Phytoplanktons im Vergleich zu den Makrophyten (Myriophyllum EC50:
132,8 m/L; Glyceria EC50: 96,0 µg/L) auf einem leicht erhöhten Niveau.
Besonders sensitiv stellt sich das Periphyton an der Wand des Mikrokosmoses dar
(LOEC 9,3 µg/L).
• Fluroxypyr als Wachstumsregulator hatte keine Auswirkungen auf das
Phytoplankton und das Pheriphyton. Wie erwartet hat sich Myriophyllum (EC50:
60

94,5 µg/L) im Vergleich zu Glyceria (EC50: 486,3 µg/L) und Landoltia (LOEC:
19540 µg/L) als sensitivster Makrophyt erwiesen.
• Es kann nicht endgültig erklärt werden, ob die Effekte beim Periphyton und
Phytoplankton (LOEC 1238 µg/L) auf den Fettsäuresynthesehemmer Clodinafop
direkt zurückzuführen sind. Die Wasserlinse Landoltia zeigt in dieser
Konzentration ein reduziertes Trockengewicht (LOEC 1238 µg/L), wohingegen
bei Myriophyllum keine Effekte detektiert werden konnten. Glyceria hat sich wie
vermutet als sensitivste Testspezies (EC50: 48,7µg/L) erwiesen.
• Allgemein konnten keine Konzentrations-Wirkungsbeziehungen für die
gestesteten Parameter beim Phytoplankton und Periphyton bei den untersuchten
Herbiziden festgestellt werden (und daraus folgend auch keine
Effektkonzentrationen berechnet werden). Als potentielle Ursache hierfür ist
anzuführen, dass die gewählten Endpunkte Summenparameter darstellen.
Reaktionen der Summenparameter können durch Verschiebung des
Artenspektrums, was die wahrscheinlich sensitivste Reaktion darstellt,
verschleiert werden. Für zukünftige Versuche wird deshalb zusätzlich die
Bestimmung der Proben bis auf das Artniveau empfohlen.
• Für künftige Fragestellungen wird deshalb ebenfalls empfohlen mehrere Replikate
bzw. Pseudoreplikate einzusetzen, um Effekte auch bei fehlenden Konzentration-
Wirkungs-Beziehungen statistisch auswerten zu können.
• Da ein deutlicher Unterschied des Periphytons an den Auswuchsträgern und der
Mikrokosmoswand detektiert werden konnte, sollte bei künftigen Fragestellungen
evaluiert werden, welcher Probennahmeort das Ökosystem besser repräsentiert.
• Die Unempfindlichkeit des Periphytons und des Phytoplanktons im Vergleich zu
den einzelnen Makrophyten weist auf die Notwendigkeit der Überarbeitung der
derzeitige Risikobewertung der Pflanzenschutzmittel - EU Direktive 91/414/EEC
(EU 1997) hin.
61

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