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II. 4. Material und Methoden
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Tiere mit Defekten der Thoraxmuskulatur sollen wenn möglich bis zu Ecdysis
weiter beobachtet (separate Haltung) und gegebenenfalls erneut dokumentiert wer-
den.
Beispielhafte Exemplare interessanter Phänotypen werden in 75% EtOH 25%
Glycerin („strump hapely“; (Lawrence et al., 1986) konserviert. Phänotypen die die
Ecdysis möglicherweise durchlaufen können werden zunächst weiter prozessiert.
5) Verpaarung
(P) 8 der injizierten weiblichen Puppen (sofern vorhanden) werden jeweils einzeln
mit zwei adulten SB-Männchen verpaart.
(H) Die überlebenden Tiere werden mit 4 adulten black-Männchen verpaart.
6) Kontrolle der Ecdysis, Start der Eiablage (Tag 20 – 23)
Dieser Schritt muss in ausreichendem zeitlichen Abstand zur Ecdysis stattfinden,
lässt aber ein relative großes Zeitfenster zu.
(P) Bei erhöhter Letalität im Puppenstadium oder Auffälligkeiten bei der Ecdysis,
Analyse einzelner Tiere am Stereomikroskop.
(H) Bei erhöhter Letalität im Puppenstadium oder Auffälligkeiten bei der Ecdysis,
Analyse im Inspektionsblock (1,5 cm Höhe) am Stereomikroskop.
! Festhalten und Dokumentation von Defekten der Metamorphosekontrolle (falls
bei 4) kein Phänotyp beschrieben wurde).
7) Kontrolle der adulten Morphologie und Kontrolle der Eimenge (Tag 23 – 26)
Dieser Schritt findet drei Tage nach 6) statt.
Ablage absieben, Kontrolle der Eimenge.
! Festhalten der Eimenge (0, -, +, ++)
Empfehlung: Die Dokumentation des (mit Beschriftung versehenen) Reifungs-
blocks mit einer einfachen Digitalkamera dient als Sicherheit und erlaubt im Notfall
die nachträgliche Kontrolle der Ablagemenge.
Zunächst Kontrolle der Adultmorphologie, dann Kontrolle der Ovarmorphologie.
Weibliche Käfer werden einzeln aus dem Inspektionsblock (H) oder aus der Ein-
zelverpaarung (P) entnommen, durch CO2-Begasung betäubt und ihre Morphologie
untersucht. (H) Die zu screenenden morphologischen Aspekte sollen zur Orientie-
rung der Screener auf einer „Screening-Tafel“ zusammengefasst sein.