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II. 4. Material und Methoden
Bei der Injektion werden zur Vermeidung von Kreuzkontaminationen drei Nadel-
halter verwendet. Nach einer Injektion wird der verwendete Nadelhalter in Wasser
eingelegt (sinnvollerweise während der nächsten Injektion), dann kurz in 70% EtOH
gespült, und getrocknet. Vor der Wiederverwendung wird mit Druckluft nachgetrock-
net. So wird ständig ein Nadelhalter benutzt, einer ist in Wasser eingelegt und einer
trocknet.
! Besonderheiten beim Verlauf der Injektion werden festgehalten.
Nach der Injektion werden die Puppen in ca. 10 g doppelt-griffigem Mehl in einer
Petrischale (9 cm, rund) bis zum Schlupf inkubiert, vier adulte Männchen werden
zugegeben (H: black, P: SB).
4) Pupale Analyse und Umsetzen (Tag 3)
OT werden entfernt, Käfer und Mehl werden per Trichter in ein Blocksystem
(Berghammer et al., 1999a) transferiert. Nicht geschlüpfte Puppen werden bei Auffäl-
ligkeiten (z.B. erhöhter Letalität) auf Phänotypen untersucht.
! Festhalten der Schlupfrate.
! Gegebenenfalls Festhalten von Auffälligkeiten/Phänotypen.
5) Erste Ablage (Tag 9)
Ablage zum Nachreifen für Kutikulapräparate. Die Eier werden in einem doppel-
ten Reifungsblock mit Auffangblöckchen inkubiert (300 !m Maschenweite erlaubt
Durchschlüpfen der Larven), geschlüpfte Larven werden in Speiseöl aufgefangen.
! Festhalten der Eimenge (0: keine Eier, -: reduzierte Eimenge, +: durchschnitt-
liche Eimenge, ++: hohe Eimenge). Als Orientierung dienen Kontrollablagen von
einem bis acht uninjizierten Tieren (H: eine zu erstellende Abbildung von Beispielge-
legen von einem bis acht Tieren) und der Vergleich der Gelege untereinander.
6) Zweite Ablage (Tag 11)
Ablage zum Nachreifen für Lebendpräparate. Die Eier werden in einem einfachen
Reifungsblock inkubiert. Der Reifungsblock (100 !m Maschenweite) steht auf Mehl,
das durch die Maschen in den Block gelangt und Kannibalismus verhindern soll.
! Festhalten der Eimenge (0, -, +, ++)
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