7. Der Histoncode als epigenetisches Signal

7. Chromatinvorlesung: Der Histoncode als epigenetisches Signal 1
7. Der Histoncode als epigenetisches Signal
in dieser Stunde geht es um die molekularen Grundlagen differenzierter Chromatinstrukturen, welche
zugleich epigenetische Markierungen für Transkription, Replikation, Rekombination und Reparatur
darstellen
Def.: Unter einer epigenetischen Markierung versteht man eine kovalente Modifizierung des Chromatins,
nicht der DNA-Sequenz, welche die Transkription oder andere DNA-abhängige Prozesse positiv oder
negativ beeinflusst
meist bestehen diese epigenetischen Markierungen in kovalenten Modifikationen der Histone, welche in
ihrer Vielfalt auch Histoncode genannt werden
obwohl die Histon-Modifizierungen schon über 30 Jahre bekannt sind, wurde ihre epigenetische Bedeutung
erst nach den Beschreibungen der ersten Histon-Azetyltransferase 1996 und der ersten Histon-
Methyltransferase im Jahre 2000 deutlich
seitdem steht der Histoncode im Zentrum der Chromatinforschung
Aufbau des Histoncodes
Histone liegen in und außerhalb von Nukleosomen in vielfältiger Weise kovalent modifiziert vor
bei diesen Modifizierungen handelt es sich vor allen um Phosphorylierungen, Azetylierungen,
Methylierungen, Ubiquitinierungen und ATP-Ribosylierungen
(Überblick über die identifizierten Modifizierungsorte)
Phosphorylierungen (an Serin-, Threonin-, bzw. Tyrosinresten des Proteins) sind bereits bei vielen anderen
Proteinen gefunden worden und spielen eine bedeutende Rolle bei der Regulierung von Enzymaktivitäten
im Falle von H1 gilt: je mehr phosphoryliert, je leichter ist es vom Chromatin lösbar, wogegen die
Phosphorylierung bestimmter Core-Histonvarianten wichtig für die DNA-Doppelstrangbruchreparatur ist
(Liste der histonmodifizierenden Enzymfamilien)
von noch größerer Bedeutung scheinen die Histonazetylierungen (an Lysinresten) zu sein, deren Ausmaß
durch die antagonistischen Enzymfamilien der Histonazetyltransferasen (HAT) und der Histondeacetylasen
(HDAC) reguliert wird
die zuständigen Enzyme sind meist nicht positionsspezifisch
(Millar and Grunstein 2006: Spezifitäten der HATs und HDACs)
Histonmethylierungen (an Lysin- und Argininresten) werden durch Histonmethyltransferasen (HMTasen)
durchgeführt
da die Core-Histone und insbesondere H3 und H4 eine durchschnittliche Verweildauer von vielen Stunden
am Chromatin haben, während die Bindezeiten der meisten Nichthistonproteine in der Größenordnung von
Sekunden oder einigen Minuten gemessen werden, kommt neben der Modifikation auch der
"Demodifikation" eine große Bedeutung bei
im Gegensatz zu Histonazetylierungen sind Lysin-Methylierungen relativ stabil und werden nur unter
bestimmten Bedingungen durch Histondemethylasen (HDMasen) entfernt, während Arginin-Methylierungen
durch Umwandlung des Methyl-Arginins in Citrullin neutralisiert werden können
Träger der Lysin-Histonmethyltransferaseaktivität sind fast ausschließlich SET-Domänen-Proteine, welche
sehr spezifisch ganz bestimmte Lysinpositionen mit bis zu drei Methylresten ausstatten können
(Verschiedene Lysinmethylierungsstufen und die Spezifität ihrer Funktion)
wichtig: je nach Zahl der Methylreste an ein und derselben Position kann die Modifizierung recht
unterschiedliche Funktionen haben
zudem scheint es in dieser Hinsicht auch artspezifische Besonderheiten zu geben, so ist H3K9-
Trimethylierung nur im Euchromatin von Arabidopsis zu finden
(Roudier et al. 2009, Fig.1: Epigenomische Landschaft an einer Eu-/Heterochromatin-Grenze bei
Arabidopsis)
(Roudier et al. 2009, Fig. 3: Verteilung epigenetischer Markierungen in Genen von Arabidopsis und deren
Beziehung zur Genexpression)
Arginin-Methylierungen werden durch eine andere Proteinfamilie katalysiert (Arginin-Methyltransferasen -
PRMTasen), sie bewirken im Allgemeinen Genaktivierung
es sind noch ubiquitin-conjugierenden Enzyme zu nennen, welche durch die Übertragung des Polypeptids

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Ubiquitin an HistonH2A/H2B bestimmte Histon-H3-Methylierungen anregen, diese Ubiquitinierung ist
ebenfalls reversibel
Funktion und Dynamik der Codierung
zunächst hat man angenommen, das durch eine ganz bestimmte Modifikation (z.B. die Methylierung des
Lysin 9 in Histon H3) unweigerlich bestimmte Folgen eintreten (im konkreten Fall Heterochromatisierung)
heute weiß man, das es auf die räumlich und zeitlich verteilten Muster verschiedener Modifikationen
ankommt, welche erst in ihrer Summe das Chromatin funktionell determinieren
die im folgenden beschriebenen Azetylierungs- bzw. Methylierungsvorgänge erfolgen an bereits intakten
Nukleosom, also im Chromatin, es gibt jedoch auch Modifikationen, die bereits vor Einbau der Histone im
Cytosol durchgeführt werden
interessanterweise ist das Vorkommen bestimmter Modifikationen innerhalb eines Nukleosoms nicht
selbstkorreliert, d.h. eine Modifikation an einen der H3-Moleküle begünstigt in der Regel nicht die gleiche
Modifikation am anderen H3-Molekül
durch eine Azetylierung der Histone in den Nukleosomen, egal in welcher der möglichen Positionen, wird
grundsätzlich die Ablösung der Nukleosomen und damit die Transkription begünstigt
(Positionen möglicher Azetylierungen)
dabei kann eine Azetylierung die Initiation überhaupt erst ermöglichen, oder eine Azetylierung durch eine an
die RNA-Polymerase gebundene HAT die Elongation der Transkription erleichtern
am Promotoren führt ein- bis dreifache Methylierung vom Lysin 9 (K9) des Histon H3 zur
Heterochromatisierung bzw. zur Stillegung einzelner euchromatischer Gene, dies kann aber durch
Methylierung am Lysin 4 (K4), die Phosphorylierung an S10 bzw. durch die Azetylierung von K9 und K14
gehemmt bzw. verhindert werden
in der Regel sind zur Interpretation der durch „writer“-Enzyme gesetzten Methylierungen „reader“-Moleküle
nötig, welche spezifisch an den modifizierten Histonschwanz binden (H4K20me3 ist eine Ausnahme)
(Initialisierung des pericentromeren Histoncodes)
interessant ist, das mit der Anzahl der Methylierungen an einer Position die Stabilität und Wirkung der
Modifizierung steigt
Methylierungen des Lysin 27 am HistonH3 und möglicherweise des Lysin26 von HistonH1, beides
katalysiert von der HMTase E(z) (Ezh2), führen zur Inaktivierung homeotischer Gene und spielen bei der
Aufrechterhaltung des fakultativen Heterochromatins im 2. X-Chromosom weiblicher Säuger eine wichtige
Rolle
(Polycomb-Bindung vor allen durch K27-, dazu begünstigt durch K9-Trimethylierung)
die Chromatinveränderung insgesamt wird über spezifische Interaktionen mit weiteren Proteinen
(Proteinkomplexen) vermittelt, welche durch die Art der Modifizierung bestimmt werden
genomweite CHIP (Chromatin-Immunopräzipitation)-Analysen bei Drosophila zeigten, dass verschiedene
Modifikationen stark miteinander und mit dem Ausmaß der Genaktivität korrelieren
(Schübeler et al. 2004, Fig. 3)
hier wird u.a. deutlich, das die Phosphorylierung von H3S10 nicht zur Genregulation beträgt, sondern bei
der Kondensation der Chromosomen zur Mitose benötigt wird
Genome sind in wenige, stark differenzierte Chromatinzustände aufgeteilt
erst in den letzten Jahren konnten zahlreiche der beschriebenen Histonmodifikationen genomweit in
ausgewählten Modellorganismen untersucht werden
es stellte sich heraus, das
1. die klassische Trennung in Eu- und Heterochromatin Chromatinzustände ungenügend
charakterisiert
2. das die große Vielfalt der Histonmodifikationen vor allen zur eindeutigen Spezifikation von relativ
wenigen (4-5) verschiedenen Chromatinzuständen genutzt wird
insgesamt 12 Chromatinmodifikationen waren z.B. in Arabidopsis wie folgt verteilt:
(Roudier et al. 2011,Fig.1, Genomische Verteilung von Chromatin-Modifikationen)

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diese 12 Marker bilden nur 4 charakteristische Chromatinzustände (Chromatindomänen):
(Roudier et al. 2011,Fig.2, 4 dominierende Chromatinzustände in Arabidopsis)
Drosophila hat dagegen einen Chromatinzustand mehr, ansonsten lassen sich die Zustände aufgrund der
spzifischen Markerkombination leicht homologisieren (obwohl einzelne der Marker in ihrer Verteilung
zwischen Pflanzen und Tieren mehr oder weniger divergieren, so H3K9me1, H3K9me3, H3K27me3,
H3K36me3, H3K79me)
(Filion et al. 2010, Fig.3, Genomische Verteilung von Chromatin-Markern in Drosophila)
ähnlich wie der CS4-Chromatinzustand in Arabidopsis, verfügt das „schwarze“ Chromatin scheinbar über
keine spezifischen Marker, ist aber auch zum transkriptionell inaktiven Heterochromatin zu zählen, obwohl
speziell grün das klassische Heterochromatin im engeren Sinne beschreibt
(Filion et al. 2010, Fig.2, Verteilung der Chromatinzustände im Drosophila-Genom)
aus der Größenangabe des Drosophila-Genoms hier ist zu schließen, dass etwa 40% (80Mb) des Genoms
nicht klassifiziert werden konnten
die Aufgabe der eher wenigen Chromatinzustände innerhalb der Genome besteht offenbar darin, den
Zugang zum Genom zu modulieren, also die Interaktion genominterpretierender Proteine zu begünstigen
oder zu erschweren
in den nächsten beiden Stunden geht es um Struktur und Funktion spezieller Funktionseinheiten des
Heterochromatins
wir beginnen mit dem Centromer
Veiko Krauß, 19.5.2011